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KÁTIA DE FREITAS FRAGA
AMINAS BIOATIVAS DURANTE A MATURAÇÃO
DE UVAS SYRAH PRODUZIDAS EM DIFERENTES
REGIÕES E SISTEMAS DE CONDUÇÃO
Faculdade de Farmácia da UFMG
Belo Horizonte, MG
2010
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i
KÁTIA DE FREITAS FRAGA
AMINAS BIOATIVAS DURANTE A MATURAÇÃO
DE UVAS SYRAH PRODUZIDAS EM DIFERENTES
REGIÕES E SISTEMAS DE CONDUÇÃO
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Ciência de Alimentos da Faculdade
de Farmácia da Universidade Federal de Minas
Gerais, como requisito parcial à obtenção do título de
Mestre em Ciência de Alimentos.
Orientadora: Profª. Drª. Maria Beatriz Abreu Glória
Co-orientadora: Drª. Renata Vieira da Mota
Faculdade de Farmácia da UFMG
Belo Horizonte, MG
2010
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ii
iii
AGRADECIMENTOS
À Universidade Federal de Minas Gerais, em especial ao Programa de Pós-
Graduação em Ciência de Alimentos (PPGCA) da Faculdade de Farmácia, pela
oportunidade de realização do curso.
À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES), pelo
suporte financeiro.
À Professora Drª. Maria Beatriz Abreu Glória, pela valiosa orientação, amizade,
confiança, apoio e ensinamentos, fundamentais para a realização deste trabalho.
À pesquisadora Drª. Renata Vieira da Mota, pela co-orientação, direcionamento e
ajuda para o aperfeiçoamento deste trabalho.
À banca examinadora, pelas sugestões importantes na finalização da dissertação.
Aos amigos do Laboratório de Bioquímica de Alimentos e do PPGCA, Adriana,
Aline, Bruno, Cecília, Guilherme, Juliana, Letícia, Lilian, Marina, Patrícia, Priscila, Raquel,
Tarliane e Warlley, pela amizade, sugestões e pela oportunidade de momentos
agradáveis.
Aos meus familiares, pelo carinho constante e incentivo.
Aos meus pais, Laurentino e Maria Aparecida, pelo amor incondicional, exemplo e
apoio em todos os momentos, e aos meus irmãos, Gilmar, Leonardo e Paulo, pela grande
amizade e compreensão.
Ao Joilson, pelo amor, paciência e companheirismo durante todos os momentos.
A Deus, pela vida e por iluminar os meus caminhos.
iv
SUMÁRIO
LISTA DE TABELAS ................................................................
......
vii
LISTA DE FIGURAS................................................................
.......
ix
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS................................
.........
xi
RESUMO................................................................
.........................
12
ABSTRACT................................................................
.....................
13
INTRODUÇÃO ................................................................
................
14
REVISÃO DA LITERATURA ................................
16
1. VITICULTURA
................................................................................................
.....
16
1.1. HISTÓRICO................................................................................................
........
16
1.2. PRODUÇÃO E CONSUMO................................................................
................
17
1.3. REGIÕES VINÍCOLAS DO BRASIL ................................................................
..
19
1.4. UVAS................................................................................................
..................
19
1.4.1. Variedades de uva................................................................
......................
19
1.4.2. Composição da uva ................................................................
...................
20
1.5. PARÂMETROS FÍSICO-QUÍMICOS DE ACOMPANHAMENTO DA
MATURAÇÃO DAS UVAS................................................................
...............
21
1.5.1. Açúcares................................................................................................
.....
21
1.5.2. Ácidos................................................................................................
.........
22
1.5.3. pH ................................................................................................
................
23
1.6. SISTEMAS DE CONDUÇÃO DA VIDEIRA................................
........................
23
1.6.1. Sistema de condução em espaldeira ................................
.......................
25
1.6.2. Sistema de condução em GDC ................................
................................
26
2. PRODUÇÃO DO VINHO
................................................................
...................
27
3. AMINAS BIOATIVAS
................................................................
.........................
30
3.1. DEFINIÇÃO, CLASSIFICAÇÃO E FUNÇÕES................................
...................
30
3.2. FORMAÇÃO ................................................................................................
......
34
3.3. METABOLISMO E ASPECTOS TOXICOLÓGICOS ................................
.........
36
4. AMINAS BIOATIVAS EM UVAS E VINHOS
................................
................
39
4.1. FATORES QUE AFETAM OS TEORES DE AMINAS PRESENTES EM
UVAS................................................................................................
................
42
v
4.1.1. Safra................................................................................................
............
42
4.1.2. Variedade da uva ................................................................
.......................
43
4.1.3. Estádio de desenvolvimento e maturação da uva ................................
..
43
4.1.4. Estresse hídrico ................................................................
.........................
44
4.1.5. Microbiota da uva................................................................
.......................
44
4.1.6. Tipo de solo, adubação, práticas de cultivo e condições climáticas
....
44
4.2. INFLUÊNCIA DA VINIFICAÇÃO NOS TEORES DE AMINAS
..........................
45
4.2.1. Fermentação alcoólica ................................................................
..............
46
4.2.2. Fermentação malolática ................................................................
...........
46
4.2.3. Condições higiênico-sanitárias durante a vinificação
............................
47
4.2.4. Outros fatores que afetam os teores de aminas durante os
processos de vinificação ................................................................
...........
47
4.3. PREVENÇÃO DA FORMAÇÃO DE AMINAS EM VINHOS
...............................
48
MATERIAL E MÉTODOS................................................................
....................
50
1. MATERIAL
................................................................................................
............
50
1.1. AMOSTRAS................................................................................................
.......
50
1.2. REAGENTES ................................................................................................
.....
51
1.3. SOLUÇÕES PADRÃO................................................................
.......................
51
2. MÉTODOS
................................................................
..................
52
2.1. ESTUDO DA INFLUÊNCIA DA REGIÃO NA EVOLUÇÃO DAS
CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS E DAS AMINAS BIOATIVAS
EM UVAS SYRAH................................................................
............................
52
2.2. ESTUDO DA INFLUÊNCIA DOS SISTEMAS DE CONDUÇÃO NA
EVOLUÇÃO DAS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS E DAS
AMINAS BIOATIVAS EM UVAS SYRAH ................................
........................
52
2.3. ESTUDO DA CORRELAÇÃO ENTRE OS TEORES DE AMINAS
BIOATIVAS E AS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DOS
MOSTOS................................................................................................
.......................
53
2.4. MÉTODOS DE ANÁLISE................................................................
............................
53
2.4.1. Determinação dos teores de sólidos solúveis ................................
........
53
2.4.2. Determinação da acidez total titulável ................................
.....................
53
2.4.3. Determinação do pH ................................................................
..................
53
2.4.4. Determinação das aminas bioativas ................................
........................
54
2.5. ANÁLISE ESTATÍSTICA ................................................................
............................
55
RESULTADOS E DISCUSSÃO................................
......................
56
vi
1. CONDIÇÕES CLIMÁTICAS DURANTE O CULTIVO DA UVA
...............
56
2. INFLUÊNCIA DA REGIÃO DE CULTIVO
................................
.....................
58
2.1. INFLUÊNCIA DA REGIÃO DE CULTIVO NOS TEORES DE AMINAS E
NAS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DO MOSTO
..............................
58
2.1.1. Características físico-químicas do mosto ................................
...............
58
2.1.1.1. Sólidos solúveis totais................................................................
............
58
2.1.1.2. Acidez total ................................................................
............................
60
2.1.1.3. pH ................................................................................................
..........
61
2.1.2. Teores de aminas bioativas no mosto ................................
.....................
62
2.2. INFLUÊNCIA DA REGIÃO DE CULTIVO NOS TEORES DE AMINAS
BIOATIVAS NA CASCA ................................................................
............................
65
2.3. INFLUÊNCIA DA REGIÃO DE CULTIVO NOS TEORES DE AMINAS
BIOATIVAS NA SEMENTE ................................................................
.......................
68
3. INFLUÊNCIA DO SISTEMA DE CONDUÇÃO
................................
.............
71
3.1. INFLUÊNCIA DO SISTEMA DE CONDUÇÃO NOS TEORES DE AMINAS
E NAS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DO MOSTO
..........................
71
3.1.1. Características físico-químicas do mosto ................................
...............
71
3.1.1.1. Sólidos solúveis totais................................................................
............
71
3.1.1.2. Acidez total ................................................................
............................
73
3.1.1.3. pH ................................................................................................
..........
74
3.1.2. Teores de aminas bioativas no mosto ................................
.....................
74
3.2. INFLUÊNCIA DO SISTEMA DE CONDUÇÃO NOS TEORES DE AMINAS
BIOATIVAS NA CASCA ................................................................
............................
77
3.3. INFLUÊNCIA DO SISTEMA DE CONDUÇÃO NOS TEORES DE AMINAS
BIOATIVAS NA SEMENTE ................................................................
.......................
80
4.
CORRELAÇÃO ENTRE AS CARACTERÍSTICAS
FÍSICO-QUÍMICAS DO MOSTO E OS TEORES DE AMINAS
PRESENTES
................................................................................................
.....
82
CONCLUSÕES ................................................................
..............
84
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................
...............
85
vii
LISTA DE TABELAS
1. Produção de uvas em alguns estados e no Brasil, nos anos de 2006 a 2008
.......
17
2. Produção de vinhos, sucos e derivados no estado do Rio Grande do Sul
durante o período de 2005 a 2008................................................................
..............
18
3. Funções metabólicas e fisiológicas de aminas bioativas ................................
.......
33
4. Efeitos tóxicos das aminas bioativas................................................................
........
37
5.
Tipos e teores de aminas bioativas em vinhos ................................
........................
40
6. Perfis e teores de aminas bioativas livres no pericarpo de uvas
............................
42
7. Teores de sólidos solúveis totais (SST), acidez total e pH no mosto
proveniente das bagas da videira Syrah cultivadas em Três Corações e
Pirapora, na data da colheita (safra de 2008)................................
............................
59
8. Teores de espermina (mg/L) detectados nos mostos de uvas Syrah
cultivadas em Três Corações e Pirapora na safra de 2008................................
......
62
9. Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) no
mosto das bagas da videira Syrah cultivadas em Três Corações e Pirapora
na safra de 2008, amostradas no inicio da maturação e colheita
...........................
65
10.
Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) nas
cascas das bagas da videira Syrah cultivadas em Três Corações e Pirapora
na safra de 2008, amostradas no início da maturação e colheita
...........................
67
11.
Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) nas
sementes das bagas da videira Syrah cultivadas em Três Corações e
Pirapora na safra de 2008, amostradas no início da maturação e colheita
............
70
12.
Teores de sólidos solúveis totais (SST), acidez total e pH no mosto
proveniente das bagas da videira Syrah conduzidas em espaldeira e GDC,
na data da colheita (safra de 2008) ................................................................
............
73
13.
Teores de espermina (mg/L) detectados nos mostos de uvas Syrah
cultivadas em Pirapora nos sistemas de condução em espaldeira e GDC na
safra de 2008................................................................................................
................
75
viii
14.
LISTA DE TABELAS (continuação)
Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) no
mosto das bagas da videira Syrah cultivadas em Pirapora, conduzidas nos
sistemas espaldeira e GDC, na safra de 2008, amostradas no inicio da
maturação e colheita................................................................
................................
77
15.
Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) nas
cascas das bagas da videira Syrah cultivadas em Pirapora, conduzidas nos
sistemas espaldeira e GDC, na safra de 2008, amostradas no inicio da
maturação e colheita................................................................
................................
79
16.
Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) nas
sementes das bagas da videira Syrah cultivadas em Pirapora, conduzidas
nos sistemas espaldeira e GDC, na safra de 2008, amostradas no inicio da
maturação e colheita................................................................
................................
82
17.
Correlação entre o teor de espermidina presente e o teor de sólidos
solúveis totais (SST), a acidez total e o pH no mosto de uvas Syrah
cultivadas em Pirapora ................................................................
...............................
82
18.
Correlação entre os teores de aminas presentes no mosto de uvas Syrah
cultivadas em Três Corações................................................................
.....................
83
ix
LISTA DE FIGURAS
1. Esquema de alguns sistemas de condução da videira................................
............
24
2. Esquema do sistema de condução da videira em espaldeira
................................
25
3. Esquema do sistema de condução da videira em GDC................................
...........
26
4. Fluxograma básico da produção de vinho................................
................................
28
5.
Estrutura química das aminas bioativas................................
................................
31
6. Vias metabólicas para a formação das aminas bioativas................................
........
35
7. Dados médios mensais de temperatura máxima e mínima e precipitação
observados em 2008, nas estações meteorológicas de Lambari (A) e de
Pirapora (B)................................................................................................
..................
57
8. Evolução nos teores de sólidos solúveis totais dos mostos de uva cv.
Syrah cultivada em Três Corações e Pirapora durante a maturação, na
safra de 2008................................................................................................
................
59
9. Evolução na acidez total dos mostos de uva cv. Syrah cultivada em Três
Corações e Pirapora durante a maturação, na safra de 2008
................................
60
10.
Evolução no pH dos mostos de uva cv. Syrah cultivada em Três
Corações e Pirapora durante a maturação, na safra de 2008
................................
61
11.
Evolução nos teores (mg/L) de putrescina (A) e espermidina (B) nos
mostos de uvas Syrah cultivadas nas regiões de Três Corações e
Pirapora na safra de 2008 ................................................................
...........................
63
12.
Evolução nos teores (mg/kg) de putrescina (A), espermidina (B) e
espermina (C) nas cascas de uvas Syrah cultivadas nas regiões de Três
Corações e Pirapora na safra de 2008................................
................................
66
13.
Evolução nos teores (mg/kg) de putrescina (A), espermidina (B) e
espermina (C) nas sementes de uvas Syrah cultivadas nas regiões de
Três Corações e Pirapora na safra de 2008 ................................
..............................
69
14.
Evolução nos teores de sólidos solúveis totais dos mostos de uva cv.
Syrah cultivada em Pirapora nos sistemas de condução em espaldeira e
GDC, durante a maturação, na safra de 2008 ................................
...........................
72
x
15.
LISTA DE FIGURAS (continuação)
Evolução na acidez total dos mostos de uva cv. Syrah cultivada em
Pirapora nos sistemas de condução em espaldeira e GDC, durante a
maturação, na safra de 2008 ................................................................
......................
73
16.
Evolução no pH dos mostos de uva cv. Syrah cultivada em Pirapora nos
sistemas de condução em espaldeira e GDC, durante a maturação, na
safra de 2008................................................................................................
................
74
17.
Evolução nos teores (mg/L) de putrescina (A) e espermidina (B) nos
mostos de uvas Syrah cultivadas em Pirapora nos sistemas de condução
em espaldeira e GDC, durante a maturação, na safra de 2008
................................
76
18.
Evolução nos teores (mg/kg) de putrescina (A), espermidina (B) e
espermina (C) nas cascas de uvas Syrah cultivadas em Pirapora nos
sistemas de condução em espaldeira e GDC, durante a maturação, na
safra de 2008................................................................................................
................
78
19.
Evolução nos teores (mg/kg) de putrescina (A), espermidina (B) e
espermina (C) nas sementes de uvas Syrah cultivadas em Pirapora nos
sistemas de condução em espaldeira e GDC, durante a maturação, na
safra de 2008................................................................................................
................
81
xi
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
AGM - agmatina
Aw - clima regional tropical úmido
AT - acidez total titulável
CAD - cadaverina
CLAE - cromatografia líquida de alta eficiência
Cwa - clima temperado quente
DAO - diaminoxidase
DNA - ácido desoxirribonucléico
EPAMIG - Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais
EPD - espermidina
EPM - espermina
FAO - Food and Agriculture Organization
FDA - Food and Drug Administration
FEM - feniletilamina
GDC - dupla cortina de Geneva
HIM - histamina
MAO - monoaminoxidase
OIV - Organização Internacional da Uva e do Vinho
OPA - orto-ftalaldeído
PAO - poliaminoxidase
PUT - putrescina
PVPP - polivinilpolipirrolidona
RNA - ácido ribonucléico
SAM - S-adenosilmetionina
SRT - serotonina
SST - sólidos solúveis totais
TCA - ácido tricloroacético
TIM - tiramina
TRM - triptamina
UVIBRA - União Brasileira de Vitivinicultura
12
RESUMO
O teor de aminas é um dos fatores determinantes da qualidade de uvas e vinhos.
Diversos fatores podem afetar os teores de aminas em uvas e, conseqüentemente, nos
vinhos, como as práticas de cultivo e as condições climáticas. São poucas as informações
sobre a formação e concentrações de aminas em uvas no Brasil. Visando a obtenção de
maior compreensão da matéria-prima e da influência dos processos de viticultura na
formação de aminas bioativas, este trabalho teve como objetivo investigar os teores de
aminas durante a maturação de uvas Syrah submetidas a dois sistemas de condução e
provenientes de diferentes regiões de cultivo. Foram utilizadas uvas da variedade Syrah
provenientes de vinhedos de duas regiões de Minas Gerais: Pirapora e Três Corações.
Os sistemas de condução estudados foram espaldeira e dupla cortina de Geneva (GDC).
As amostras de uvas foram esmagadas manualmente para a obtenção do mosto, sendo
as cascas e as sementes também separadas para análise. Foram detectadas putrescina,
espermidina e espermina nos mostos, cascas e sementes. Os teores destas aminas
variaram no decorrer da maturação. Em todas as amostras avaliadas foram detectadas
putrescina e espermidina. Na data da colheita, os teores de sólidos solúveis totais, acidez
total e pH foram influenciados pela região de cultivo e pelo sistema de condução. A região
de cultivo influenciou os teores de aminas presentes nas uvas na data da colheita, sendo
os teores de putrescina superiores nos mostos e nas cascas de uvas de Pirapora e nas
sementes das de Três Corações. Os teores de poliaminas foram maiores nos mostos de
Três Corações e nas cascas e sementes de Pirapora. Variação significativa das aminas
em função do sistema de condução foi observada nos mostos e nas cascas de uvas
Syrah, na data da colheita e nas cascas no início da maturação. Foi observada correlação
entre o teor de espermidina com os teores de sólidos solúveis totais e de acidez total nas
uvas de Pirapora. Foi encontrada correlação positiva entre os teores de espermidina e
putrescina detectadas nas uvas de Três Corações.
PALAVRAS-CHAVE: aminas bioativas; sistemas de condução; uva Syrah.
13
ABSTRACT
BIOACTIVE AMINES DURING RIPENING OF SYRAH GRAPES CULTIVATED IN
DIFFERENT REGIONS AND TRAINING SYSTEMS. The content of amines is one of the
factors determining the quality of grapes and wines. Several factors can affect the levels of
amines in grapes and in wine, such as cultivation practices and climatic conditions. There
is little information on the formation and concentration of amines in grapes in Brazil. To
better understand the role of raw material and viticulture processes on the formation of
bioactive amines, this study was performed. The levels of amines during ripening of Syrah
grapes under different training systems and from different growing regions were
investigate. Syrah grapes from vineyards from two regions of Minas Gerais: Pirapora and
Três Corações were used. The training systems studied were vertical and Geneva double
curtain (GDC). The grapes were crushed manually to obtain the must; the skins and seeds
were also separated for analysis. Putrescine, spermidine and spermine were detected in
grapes musts, skins and seeds. The levels of these amines varied during ripening.
Putrescine and spermidine were detected in every sample. At the time of harvest, the
levels of soluble solids, total acidity and pH were influenced by the region and training
system employed. The cultivation region affected the levels of amines in grapes at the
time of harvest - the levels of putrescine were higher in musts and skins from Pirapora and
seeds from Três Corações. The levels of polyamines were higher in musts from Três
Corações and in the skins and seeds from Pirapora. Significant variation of the amines as
a function of training system was observed in musts and skins of Syrah grapes on the day
of harvest and in skins at the beginning of ripening. There was significant correlation
between the levels of spermidine in grapes from Pirapora and levels of soluble solids and
total acidity. Positive correlation was found between the levels of spermidine and
putrescine detected in grapes from Três Corações.
KEYWORDS: bioactive amines, training systems, Syrah grape.
14
INTRODUÇÃO
A viticultura tem grande importância sócio-econômica e cultural para diversos
países. No ano de 2008, esta cultura ocupou mais de 7,4 milhões de hectares e a
produção mundial atingiu 67 milhões de toneladas (FAO, 2009). No Brasil a área plantada
de uvas foi de 82.596 hectares e a produção de 1.399.262 toneladas. Desta produção,
50,6% foram destinadas à elaboração de vinhos, sucos e outros derivados, sendo o
restante destinado ao mercado de uva in natura (MELLO, 2009).
A matéria-prima da indústria vinícola é a uva, a partir da qual se extrai o mosto para
a produção do vinho. Pode-se dizer que o vinho começa a ser produzido no vinhedo,
sendo importante o adequado manejo agronômico e o acompanhamento da maturação
das uvas, bem como os cuidados durante a colheita (AMORIM et al., 2006).
O sistema de condução da videira define a forma da planta, podendo afetar
significativamente o crescimento vegetativo da videira, a produtividade do vinhedo e a
qualidade da uva e do vinho. Isso ocorre em função do efeito do sistema de condução
sobre o dossel vegetal (MIELE & MANDELLI, 2009).
A presença de aminas em uvas e vinhos é importante tanto do ponto de vista
tecnológico quanto toxicológico. Aminas bioativas são bases orgânicas alifáticas,
aromáticas ou heterocíclicas de baixo peso molecular. Algumas aminas são produzidas
através do metabolismo normal de animais, plantas e microrganismos, e participam de
importantes funções metabólicas e fisiológicas de organismos vivos. Com base em suas
funções fisiológicas, as aminas são classificadas em poliaminas e aminas biogênicas. As
poliaminas desempenham papel importante no crescimento, enquanto as aminas
biogênicas são neuro ou vasoativas (BARDÓCZ, 1995; GLÓRIA, 2005).
Atualmente, a grande variabilidade no conteúdo de aminas em vinhos é fonte de
preocupação em muitos países, assim como os efeitos adversos que estas podem causar
à saúde de pessoas que são particularmente sensíveis a ação destes compostos
(ANCÍN-AZPILICUETA et al., 2008).
Os processos que geram as aminas biogênicas, juntamente com os fatores que
influenciam quantitativamente e qualitativamente sua presença, ainda não se encontram
bem definidos em alguns casos e, algumas vezes, os resultados publicados são
15
conflitantes entre si. Aminas presentes em vinhos podem ter duas diferentes origens:
matéria-prima e processos de fermentação (HERBERT et al., 2005).
São poucas as informações disponíveis sobre a formação e concentrações de
aminas em uvas no Brasil. Tendo em vista a importância da obtenção de maior
compreensão da matéria-prima e da influência dos processos de viticultura na formação
de aminas bioativas, este trabalho teve como objetivo geral investigar a evolução dos
teores de aminas bioativas durante a maturação de uvas da variedade Syrah submetidas a
diferentes sistemas de condução e provenientes de diferentes regiões de cultivo.
Os objetivos específicos foram: (i) investigar a influência da região de cultivo nos
teores de aminas bioativas e nas características físico-químicas do mosto das uvas
durante a maturação; (ii) investigar a influência do sistema de condução nos teores de
aminas bioativas e nas características físico-químicas do mosto das uvas durante a
maturação; (iii) investigar a influência da região de cultivo e do sistema de condução nos
teores de aminas bioativas das cascas e sementes das uvas durante a maturação; e (iv)
pesquisar a existência de correlação entre os teores de aminas bioativas e as
características físico-químicas do mosto das uvas.
16
REVISÃO DA LITERATURA
1. VITICULTURA
1.1. HISTÓRICO
A videira é uma planta originária da Ásia Menor, razão pela qual as menções mais
antigas sobre a elaboração e o consumo de vinho são de povos habitantes desta região.
Mais tarde, os gregos adotaram a cultura enológica e os romanos não só a adotaram, mas
também a difundiram pelos territórios conquistados (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
A uva foi trazida para as Américas por Cristóvão Colombo na sua segunda viagem
às Antilhas em 1443, espalhando-se, a seguir, para o México e sul dos Estados Unidos e
para as colônias espanholas da América do Sul (MANFROI, 2002).
A viticultura brasileira nasceu com a chegada dos colonizadores portugueses do
século XVI e permaneceu como cultura doméstica até o final do século XIX. A partir do
século XX, com a chegada dos imigrantes italianos, a cultura passou a ter importância
comercial, com base nas variedades americanas labruscas e bourquinas, já que as castas
européias não tiveram expressão devido à sensibilidade às doenças fúngicas (PROTAS et
al., 2006).
Desde seu início até a década de 1960, a viticultura brasileira ficou restrita às
regiões sul e sudeste, mantendo as características de cultura de clima temperado. A partir
de então, o cultivo da uva Itália foi levado, com sucesso, para a região semi-árida do Vale
do São Francisco, marcando o início da viticultura tropical no Brasil. A viticultura tropical
expandiu-se rapidamente, com a consolidação do pólo do norte do Paraná, na década de
70, e dos pólos do nordeste de São Paulo e do norte de Minas Gerais, na década
seguinte. A partir de 1990, surgiram diversos pólos vitícolas, alguns voltados para a
produção de uvas para consumo in natura, outros direcionados à elaboração de vinho e
suco (PROTAS et al., 2006).
Nos últimos anos a vitivinicultura brasileira tem apresentado crescimento
significativo, decorrente da vigorosa expansão da área cultivada e na tecnologia de
produção de uvas e de elaboração de vinhos. A variabilidade de climas e de solos do
Brasil traz como resultado adicional um enorme potencial de obtenção de produtos com
17
características diferenciadas, aptas a agradarem os diferentes paladares dos
consumidores (GUERRA et al., 2009).
1.2. PRODUÇÃO E CONSUMO
A viticultura tem grande importância sócio-econômica e cultural para diversos
países. No ano de 2008, esta cultura ocupou mais de 7,4 milhões de hectares e a
produção mundial atingiu 67 milhões de toneladas (FAO, 2009).
No Brasil, em 2008, a área plantada de uvas foi de 82.596 hectares. A produção de
uvas para processamento foi de 708.042 toneladas e para consumo in natura de 691.220
toneladas. Na Tabela 1 é apresentada a produção de uvas de alguns estados do Brasil.
Observou-se redução na produção de uvas, em especial na região nordeste. Também
ocorreu decréscimo na produção no estado de São Paulo. Nos demais estados ocorreu
aumento da produção, sendo que o maior acréscimo ocorreu no estado de Minas Gerais
(14,31%), seguido pelos estados da região sul (MELLO, 2009).
Tabela 1. Produção de uvas em alguns estados e no Brasil, nos anos de 2006 a 2008
Estado Produção (toneladas/ano)
2006 2007 2008
Pernambuco 155.783 170.326 162.977
Bahia 89.738 120.654 101.787
Minas Gerais 12.318 11.995 13.711
São Paulo 195.357 193.023 184.930
Paraná 95.357 99.180 101.500
Santa Catarina 47.787 54.554 58.330
Rio Grande do Sul
623.847 705.228 776.027
Brasil 1.220.187 1.354.960 1.399.262
Fonte: MELLO (2009).
18
A produção mundial de vinho foi de 28,40 bilhões de litros em 2006, sendo que a
Europa é responsável por aproximadamente 61% da produção mundial. Os principais
países produtores são Itália e França, seguidos por Espanha, Estados Unidos e Argentina.
O Brasil ocupou a 16ª posição entre os principais países produtores de vinho no ano de
2006, segundo dados da Organização Internacional da Uva e do Vinho (OIV, 2009).
No Brasil a produção de vinhos e suco de uva está concentrada no estado do Rio
Grande do Sul, responsável por cerca de 90% da produção, como pode ser visto na
Tabela 2. Outros estados produtores são Santa Catarina, Minas Gerais, São Paulo e
Pernambuco.
Tabela 2. Produção de vinhos, sucos e derivados no estado do Rio Grande do Sul
durante o período de 2005 a 2008
Produto Produção (L)
2005 2006 2007 2008
Vinho de mesa 226.080.432 185.100.887 275.287.908 287.506.811
Tinto 180.698.666 149.527.555 228.156.220 241.057.928
Branco 39.212.146 31.738.390 42.118.552 42.942.053
Rosado 6.169.620 3.809.942 5.013.136 3.506.830
Vinho fino 45.453.898 32.168.976 43.176.484 47.334.502
Tinto 25.409.805 18.868.108 24.786.071 27.583.032
Branco 20.012.363 13.249.969 17.598.428 18.812.571
Rosado 31.730 50.900 791.985 938.898
Suco de uva simples 9.798.024 13.946.491 10.147.037 11.817.941
Suco concentrado 97.566.220 87.073.025 97.112.643 115.073.230
Outros derivados 23.549.751 28.151.593 39.867.230 59.642.775
Total 402.448.325 346.415.973 465.591.302 521.375.259
Fonte: Adaptado de UVIBRA (2009).
Do total de uvas produzidas no Brasil em 2008, 50,6% foram destinados à
elaboração de vinhos, sucos e outros derivados, sendo o restante destinado ao mercado
de uva in natura. Verificou-se, em 2008, um aumento na produção de vinhos, sucos e
derivados de 12,0%. Dentre os produtos, destacaram-se o suco concentrado com
crescimento de 18,5% e o suco de uvas simples com incremento de 16,5%. Os vinhos
19
finos apresentaram acréscimo de 9,63% enquanto os vinhos de mesa cresceram 4,44%,
em relação ao ano de 2007 (Tabela 2).
1.3. REGIÕES VINÍCOLAS DO BRASIL
O Brasil possui vinhedos estabelecidos desde o extremo sul do País até regiões
situadas muito próximas à linha do Equador. A viticultura é uma atividade tradicional em
nove regiões brasileiras. Como zonas de viticultura temperada destacam-se as regiões da
Fronteira, Serra do Sudeste e Serra Gaúcha, no estado do Rio Grande do Sul; a região do
Vale do Rio do Peixe, em Santa Catarina; a região sudeste de São Paulo e sul de Minas
Gerais. A região norte do Paraná é tipicamente subtropical. As regiões noroeste de São
Paulo, norte de Minas Gerais e vale do submédio São Francisco caracterizam-se como
zonas tropicais. Além desses, novos pólos produtores estão surgindo em diferentes
regiões do País (PROTAS et al., 2006).
A viticultura mineira, com aproximadamente 1.000 ha de vinhedos, é conhecida
pela produção de uvas para mesa (principalmente no pólo de Pirapora) e de variedades
americanas para vinificação (região sulmineira de Caldas/Andradas) (EPAMIG, 2009).
Entretanto, na última década, estudos realizados pela EPAMIG (Empresa de Pesquisa
Agropecuária de Minas Gerais) indicam a viabilidade da produção de variedades viníferas
no cerrado mineiro e na região cafeeira do sul do Estado (AMORIM et al., 2005; REGINA
et al., 2006b; FAVERO et al., 2008).
1.4. UVAS
1.4.1. Variedades de uva
As espécies de videira cultivadas visando à produção de uvas para processamento
pertencem ao gênero Vitis. As uvas da espécie Vitis vinífera são utilizadas na produção
de vinhos finos. As cultivares mais plantadas atualmente no Brasil são Cabernet
Sauvignon, Cabernet Franc, Merlot, Tannat, Pinot Noir e Syrah (tintas); e Chardonnay,
Sauvignon Blanc, Riesling Itálico, Sémillon e Moscatos (brancas). As uvas da espécie
20
Vitis labrusca são utilizadas principalmente na elaboração de vinhos de mesa e sucos. As
mais importantes no Brasil são Isabel, Bordô, Concord e Seibel, que são tintas; Niágaras,
que são brancas e rosadas; e Courdec 13, que é branca. Outras cultivares das espécies
V. bourquina, V. riparia, V. rupestris e V. berlandieri são utilizadas como porta-enxertos
das espécies vinífera, labrusca e seus híbridos, conferindo, às mesmas maior resistência a
pragas e doenças e, em alguns casos, maior longevidade às plantas (GUERRA &
BARNABÉ, 2005).
A cultivar Syrah é uma das mais antigas cultivadas. Algumas referências sugerem
que seria originária de Schiraz, na Pérsia, outras, que seria nativa da Vila de Siracusa, na
Sicília. Independentemente de sua origem, é cultivada na França há muito tempo,
principalmente no Vale do Rhône. No Brasil, praticamente não é cultivada na Serra
Gaúcha, devido à grande sensibilidade à podridão do cacho. Todavia, nas condições
semi-áridas do nordeste, tem mostrado ótimo desempenho, como por exemplo, na região
do Submédio São Francisco (CAMARGO, 2009). É uma casta muito vigorosa e produtiva,
porém possui alta sensibilidade à podridão do cacho. Produz vinhos de coloração intensa,
sabor pronunciado, com aroma de violetas, framboesas e groselhas. Os seus vinhos
possuem grande potencial de envelhecimento (JACKSON, 2000).
1.4.2. Composição da uva
O cacho de uva é composto pelo engaço, parte herbácea e pelas bagas ou grãos.
Na uva madura, o engaço representa 4 a 10% do peso total, sendo o restante
representado pelas bagas. A baga, por sua vez, é constituída de casca ou película (20 a
40% do peso), sementes (2 a 8%) e polpa de 52 a 78% (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
A casca da uva é recoberta por uma camada fina de cera denominada pruína, que
possui a função de proteger as células do grão contra o calor, a umidade e a penetração
de microrganismos causadores de doença. A casca contem enzimas, água, aroma e
alguns compostos fenólicos. Na superfície da casca, encontram-se leveduras e bactérias
(AQUARONE et al., 2001).
A polpa constitui a parte principal do grão da uva sendo que seus principais
constituintes são: água, açúcares (frutose, glicose), ácidos orgânicos (málico, cítrico,
tartárico), compostos nitrogenados, compostos minerais (cálcio, potássio, ferro, fosfatos,
sulfatos), enzimas, vitaminas, taninos e substâncias aromáticas (AQUARONE et al., 2001).
21
1.5. PARÂMETROS FÍSICO-QUÍMICOS DE ACOMPANHAMENTO DA MATURAÇÃO
DAS UVAS
Por maturação entende-se o período que vai do início de mudança de cor das
bagas, ou pintor, à colheita, no qual ocorre a evolução nos teores de açúcares, ácidos e
compostos fenólicos das bagas. Durante o processo de maturação, os teores de açúcares
aumentam, alcançando valores de aproximadamente 170 a 230 g/L; os de ácidos
diminuem para valores de aproximadamente 75 a 110 meq/L (pH 3,6 a 3,4); as
antocianinas acumulam-se; e os taninos variam em função de sua estrutura e de sua
origem (AMORIM et al., 2006).
O acompanhamento da maturação e a definição da colheita em época adequada
são etapas fundamentais para a obtenção de um vinho de qualidade. As condições de
maturação da uva variam de safra para safra, razão pela qual o seu acompanhamento
deve repetir-se ano a ano. A uva destinada à elaboração de vinhos deve ser colhida
segundo critérios que determinam o ponto ótimo de maturação, visando à obtenção de
vinhos de qualidade. Esses critérios podem constituir a determinação do teor de açúcar, a
determinação do teor em ácidos, empregado junto do teor de açúcar ou, ainda, a
determinação dos teores de açúcares, ácidos e polifenóis (GUERRA & ZANUS, 2003).
1.5.1. Açúcares
Os açúcares contidos na uva são representados principalmente pela glicose e
frutose, além de uma pequena quantidade de sacarose e de algumas pentoses, como a
arabinose. Esses açúcares têm origem na própria planta (raízes, tronco), na atividade
fotossintética e de transformação do ácido málico (MOTA et al., 2006).
A relação glicose/frutose varia no decorrer da maturação da uva, sendo que no
início da maturação a glicose predomina amplamente. À medida que a maturação avança,
a relação glicose/frutose diminui, chegando a um ponto em que os teores dos dois
açúcares se equivalem. É a chamada maturação tecnológica. Na sobrematuração, os
teores de frutose passam a ser maiores que os de glicose (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
22
No Brasil, os açúcares são medidos em escala de graus Babo ou em escala de
graus Brix, que representam os teores de sólidos solúveis totais (SST) na amostra, 90%
dos quais são açúcares (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
Segundo BLOUIN & GUIMBERTEAU (2004), no início da maturação, o teor de
sólidos solúveis totais nas bagas é baixo, porque o açúcar sintetizado pela videira é
destinado a outras partes da planta, porém, com a evolução da maturação, ocorre uma
mudança nas vias de acúmulo de açúcar e estas se direcionam para as bagas, o que leva
a um grande acúmulo de açúcar nas mesmas, atingindo valores máximos próximo à
colheita. Entretanto, muitas vezes, a tendência é que os teores de sólidos solúveis totais
sejam reduzidos, por causa do processo de senescência do fruto.
O critério mais utilizado para a determinação do ponto de colheita das uvas é o teor
de açúcares. Isto porque o vinho é o produto da transformação do açúcar da uva em
álcool e em produtos secundários. Para a obtenção de 1 °GL de álcool, são necessários
18 g de açúcar por litro de uva. A legislação brasileira determina que os vinhos de mesa
devam ter entre 10 °GL e 13 °GL de álcool e proíbe qualquer adição de álcool aos
mesmos. No caso de colheita de uvas com baixo teor de açúcares, a legislação permite o
acréscimo de açúcar, em quantidade suficiente para gerar, no máximo, 3 °GL de álcool e
enquadrar-se na faixa adequada (MOTA et al., 2006).
1.5.2. Ácidos
Os principais ácidos da uva são o tartárico, o málico e o cítrico. Estes ácidos
podem ser quantificados por meio de titulação com hidróxido de sódio e a acidez total
titulável (AT) resultante pode ser expressa como equivalentes de ácido tartárico
(JACKSON & LOMBARD, 1993).
Nas bagas em crescimento, observa-se um incremento progressivo no conteúdo de
ácidos até quando as bagas chegam a ter, aproximadamente, a metade do seu tamanho
total, pouco antes de iniciar a maturação. A partir da maturação, ocorre redução da acidez
(MOTA et al., 2006).
A evolução da acidez total titulável está relacionada ao fato dos principais ácidos
das videiras, o tartárico e o málico, serem sintetizados pelas folhas e pelas bagas ainda
verdes. Por isso, no início da maturação, as bagas apresentam elevada acidez total e,
com a evolução da maturação, a demanda por energia aumenta e para suprir essa
23
necessidade muitas vezes os ácidos são utilizados como fonte de energia na respiração
celular (BLOUIN & GUIMBERTEAU, 2004). Além disso, fatores como a diluição dos
ácidos orgânicos devido ao aumento do tamanho da baga e a migração de bases,
principalmente das raízes, com conseqüente neutralização dos ácidos orgânicos também
contribuem para uma redução na acidez (RIZZON et al., 2000).
O teor de ácidos é outro critério de mensuração da maturação da uva, sendo
normalmente empregado juntamente com o teor de açúcar. O balanço entre os teores de
açúcar e de acidez confere ao vinho um equilíbrio gustativo determinante para sua
qualidade geral (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
1.5.3. pH
O aumento gradual do pH da uva durante a maturação reflete a formação de sais
ácidos às custas dos ácidos livres. A relação entre sais ácidos e ácidos livres é
influenciada pela quantidade total de calor efetivo durante a maturação (MOTA et al.,
2006).
O pigmento das uvas tintas é influenciado pela acidez e pH das uvas. A cor é roxa
e brilhante no fruto com acidez moderada a alta e de baixo pH, e tende a ser azulada e
escura em frutos com baixa acidez (MOTA et al., 2006).
Em regiões de clima quente, os níveis adequados de sólidos solúveis são típicos,
mas torna-se crucial evitar um aumento excessivo do pH (diminuição da acidez). Assim, a
colheita pode ser programada para evitar valores de pH superiores a 3,3 para os vinhos
brancos e 3,5 para os vinhos tintos (JACKSON, 2000).
1.6. SISTEMAS DE CONDUÇÃO DA VIDEIRA
A videira é uma planta que se adapta a uma grande diversidade de arquiteturas. A
distribuição espacial do dossel vegetativo, do tronco e dos ramos, aliada a outras variáveis
como altura do tronco, densidade de plantas e orientação das linhas de plantio constituem
o sistema de condução da videira (NORBERTO et al., 2008).
24
A escolha do sistema de condução mais adequado em viticultura deve levar em
conta diversos aspectos tais como topografia, clima, destino da produção e disponibilidade
de mecanização (NORBERTO et al., 2008).
Há vários sistemas de condução em utilização no mundo. O mais difundido é o
espaldeira, mas há outros que foram desenvolvidos e apresentam potencial para a
produção de uva para vinho e suco de uva, como o lira e o GDC (dupla cortina de
Geneva). No sul do Brasil, os sistemas de condução mais utilizados são o latada e o
espaldeira. O sistema de condução em lira vem sendo estudado e, juntamente com o
sistema GDC, tem potencial para ser adotado. Na Figura 1 são apresentados alguns
sistemas de condução da videira.
Um dos princípios básicos de diferenciação dos inúmeros sistemas de condução
existentes são as formas de orientação da vegetação anual (ramos, folhas e frutos) que
podem ser classificados em vertical (espaldeiras), horizontal (pérgola ou latada), oblíqua
(lira) ou retombante (GDC), cada um com incidência direta e específica sobre a
luminosidade e a temperatura da vegetação das plantas (REGINA et al., 1998).
Sistema de condução em espaldeira Sistema de condução GDC
Sistema de condução em latada Sistema de condução em lira
Figura 1. Esquema de alguns sistemas de condução da videira.
Fonte: MIELE & MANDELLI (2009).
25
O sistema de condução pode afetar significativamente o crescimento vegetativo da
videira, a produtividade do vinhedo e a qualidade da uva e do vinho. A condução do
vinhedo permite, para um mesmo cultivar e um ambiente determinado, regular os fatores
ambientais e as respostas fisiológicas para a obtenção de um produto desejado (MIELE &
MANDELLI, 2009).
O sombreamento tem efeito significativo na composição final do fruto. No início da
maturação, o sombreamento reduz a concentração de açúcar no fruto, a relação
glicose/frutose e os teores de polifenóis e de antocianinas. Por outro lado, ocorre aumento
na concentração dos minerais (sódio, potássio, cálcio e magnésio) e no pH. Esta
elevação é diretamente proporcional ao aumento do sombreamento causado pelo excesso
de folhas do dossel vegetativo. Uma adequada exposição dos frutos à radiação solar é
fator determinante para a melhoria da composição da uva e do potencial qualitativo do
vinho. O acúmulo de polifenóis e a qualidade aromática da uva são fortemente atribuídos
ao microclima das folhas e dos cachos dependendo, principalmente, do equilíbrio da
superfície foliar do dossel vegetativo (MANFROI et al., 2006).
1.6.1. Sistema de condução em espaldeira
A espaldeira é o sistema de condução vertical com apenas um plano de vegetação,
no qual a folhagem emitida pelos braços das plantas deve ser sustentada por dois a três
fios de arame (Figura 2). Dos sistemas normalmente empregados no Brasil, este é o que
apresenta menor custo e maior facilidade de instalação (REGINA et al., 1998).
Figura 2. Esquema do sistema de condução da videira em espaldeira.
26
O sistema em espaldeira tem como vantagens o fato de ter baixo custo, facilidade
de implantação e adaptar-se bem ao hábito vegetativo da maior parte das viníferas.
Também tornam mais fáceis as operações mecanizadas, como remoção de folhas,
pulverizações dos cachos e desponte de ramos. Apresenta como desvantagens a
tendência ao sombreamento, a densidade elevada dos ramos, podendo apresentar baixa
produtividade, em função da distância do dossel vegetativo (MIELE & MANDELLI, 2009).
1.6.2. Sistema de condução em GDC
O sistema de condução GDC foi desenvolvido na Estação Experimental de Geneva,
Estado de Nova York, EUA, em 1960, e os primeiros experimentos em áreas de
produtores foram implantados em 1964. A sigla GDC significa dupla cortina de Geneva, e
faz referência à aparência da vegetação descendente formada a partir dos dois arames de
sustentação (SMART & ROBINSON, 1991).
Caracteriza-se por apresentar duas cortinas verticais paralelas, com as bases na
parte superior e os ramos posicionados para baixo. Este sistema foi desenvolvido para
aumentar a produtividade da videira, quando comparada àquelas conduzidas em
espaldeira, melhorar a qualidade do fruto e facilitar a colheita mecânica. As plantas são
conduzidas em cordão esporonado, com os esporões voltados para o lado de fora e para
baixo (Figura 3). As fileiras são distanciadas 2,70 m e as plantas 1,80 m, conforme a
cultivar e o vigor da planta (MIELE & MANDELLI, 2009).
Figura 3. Esquema do sistema de condução da videira em GDC.
27
As principais vantagens do sistema GDC são: maior produtividade do vinhedo, boa
adaptação para a colheita mecânica, bom posicionamento dos ramos e boa exposição das
gemas à radiação solar, melhora na qualidade da uva e do vinho e, em relação à
espaldeira, obtenção de mosto com pH mais baixo, cor e polifenóis totais mais elevados.
A desvantagem deste sistema de condução é a dificuldade em posicionar os
esporões e os ramos para baixo. Se o sistema de sustentação não dispuser de travessas
móveis e, eventualmente, poderá ocorrer exposição exagerada dos frutos ao sol e, em
algumas cultivares, poderão surgir ramos ladrões nos cordões bem expostos que devem
ser controlados para evitar a superprodução (MIELE & MANDELLI, 2009).
2. PRODUÇÃO DO VINHO
Pode-se dizer que o vinho começa a ser produzido no vinhedo, sendo importante o
adequado manejo agronômico e o acompanhamento da maturação das uvas, bem como
os cuidados durante a colheita (AMORIM et al., 2006). A vinificação inicia-se formalmente
quando as uvas chegam à vinícola. O fluxograma com as etapas básicas para a obtenção
de vinhos é mostrado na Figura 4. O primeiro estágio no processo de produção do vinho é
a colheita das uvas, que pode ser feita por máquinas ou manualmente (JACKSON, 2000).
Na vinícola, a primeira etapa envolve a remoção das folhas e de qualquer material
estranho das uvas. A fruta é então desengaçada e esmagada para liberar o suco e iniciar
o processo de fermentação, que pode ser ou não acompanhado pela maceração. Durante
a maceração, o mosto é fermentado com o bagaço (cascas e sementes). Nesta etapa são
extraídos os compostos fenólicos presentes das sementes e cascas. Inicialmente, a
maceração é induzida pela ação de enzimas hidrolíticas liberadas a partir da ruptura das
células durante o esmagamento (JACKSON, 2000).
Para vinhos brancos normalmente não se utiliza a etapa de maceração. Os cachos
são prensados em prensa pneumática e o mosto liberado é transferido para os tanques de
fermentação. Para vinhos tintos, a maceração é prolongada e ocorre simultaneamente
com a fermentação alcoólica. O álcool gerado no processo de fermentação favorece a
extração das antocianinas e promove a liberação de taninos das sementes e cascas
(JACKSON, 2000).
28
Figura 4. Fluxograma básico da produção de vinho.
Fonte: Modificado de JACKSON (2000).
Após a fermentação parcial ou completa, é feita a separação do líquido permitindo
que este escoe livremente sob ação da gravidade. Esta operação é denominada descuba.
Posteriormente à descuba, realiza-se a prensagem do bagaço que permite a extração de
10 a 15% de vinho retido nos interstícios das partes sólidas. O produto obtido pela
Colheita
Desengace
Esmagamento
Vinho Tinto
Vinho Branco
Fermentação e
Maceração
Prensagem
Prensagem
Término da
Fermentação
Fermentação Malolática
(se desejada)
Fermentação
Maturação e Clarificação Natural
Acabamento e Estabilização
Engarrafamento
29
prensagem é denominado vinho prensa e pode ser incorporado ao vinho obtido livremente
em proporções determinadas pelo tipo e estilo de vinho desejado (JACKSON, 2000).
A fermentação é realizada por leveduras selecionadas, secas e ativas das espécies
Saccharomyces cerevisae ou Saccharomyces bayanus. Estas leveduras são utilizadas
em detrimento às leveduras nativas para se ter melhor controle da fermentação, pois
possuem maior capacidade de formação de etanol, maior resistência ao dióxido de
enxofre (conservante e antioxidante utilizado em todas as etapas de vinificação) sendo
que algumas podem, em casos especiais, ressaltar as características de aroma e sabor
das variedades de Vitis vinifera.
A fermentação alcoólica pode ser dividida em duas fases: tumultuosa e lenta. A
fase tumultuosa caracteriza-se pela grande atividade das leveduras, gerando elevação da
temperatura e grande liberação de gás carbônico que desloca, na vinificação em tinto, a
fração sólida para a parte superior do tanque. Na fase lenta, a intensidade da
fermentação diminui gradativamente, devido à redução no teor de açúcar e aos teores
crescentes de álcool, que limitam o desenvolvimento das leveduras. A fermentação lenta
dura de 10 a 30 dias (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
Após o término da fermentação alcoólica, o vinho pode sofrer uma segunda
fermentação denominada de fermentação malolática. Esta consiste na descarboxilação
do ácido málico com a conseqüente formação do ácido lático, por meio das bactérias
láticas. De maneira geral, os vinhos tintos são beneficiados com esta fermentação, ao
adquirirem maior complexidade aromática, suavidade e maciez gustativa. Entretanto, esta
é indesejável na maioria dos vinhos brancos, para os quais uma acidez mais pronunciada
realça o aroma e equilibra o sabor do produto (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
Ao término da fermentação malolática, é realizada a trasfega do vinho, que consiste
em transferir o vinho de um recipiente para outro, visando separá-lo dos sólidos insolúveis
que sedimentam no fundo do tanque ao final da fermentação. Esta etapa pode contribuir
também, em alguns casos, para a aeração do vinho reequilibrando seu potencial de óxido-
redução (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
A estabilização é a fase que sucede as fermentações alcoólica e malolática. Nesta
etapa, diversos elementos originados da uva ou da autólise das leveduras são
neutralizados e/ou induzidos à sedimentação por intermédio de métodos químicos ou
físicos (GUERRA & BARNABÉ, 2005). A clarificação consiste em retirar do vinho
substâncias em suspensão. Além disso, posteriormente às fermentações ocorre a
30
sedimentação, isto é, a autoclarificação. A clarificação do vinho pode ser melhorada pela
adição de agentes clarificantes, seguida de uma filtração. Os agentes clarificantes se
ligam ou absorvem os compostos a serem retirados, sendo os mais comumente usados a
bentonite, a polivinilpolipirrolidona (PVPP), o carvão ativado, a caseína, a gelatina, o
dióxido de silicone e a clara de ovo (JACKSON, 2000).
Os vinhos são comumente resfriados e filtrados para acentuar a clarificação e
permitir maior estabilidade. No engarrafamento, é adicionada uma pequena dose de
dióxido de enxofre ao vinho para limitar a oxidação e a deterioração microbiana. A
sulfitagem dos vinhos tintos deve atingir valores de SO
2
livre em torno de 30 mg/L e, nos
vinhos brancos, de 40 mg/L (GUERRA & BARNABÉ, 2005).
3. AMINAS BIOATIVAS
3.1. DEFINIÇÃO, CLASSIFICAÇÃO E FUNÇÕES
Aminas bioativas são compostos nitrogenados de baixo peso molecular nos quais
um, dois ou três átomos de hidrogênio da amônia são substituídos por grupos alquila ou
arila. As aminas são formadas durante os processos metabólicos normais em todos os
organismos vivos e, portanto, estão presentes nos alimentos (BARDÓCZ, 1995).
As aminas bioativas podem ser classificadas em função do número de grupamentos
amina, da estrutura química, da biossíntese e das funções fisiológicas. Quanto ao número
de grupamentos amina, podem ser classificadas em monoaminas (tiramina e
feniletilamina), diaminas (histamina, serotonina, triptamina, putrescina e cadaverina) ou
poliaminas (espermidina, espermina e agmatina). Quanto à estrutura química, classificam-
se em alifáticas (putrescina, cadaverina, espermina, espermidina e agmatina), aromáticas
(tiramina e feniletilamina) ou heterocíclicas (histamina, triptamina e serotonina). A
classificação mais amplamente usada divide as aminas em poliaminas e aminas
biogênicas. As poliaminas desempenham papel importante no crescimento, enquanto as
aminas biogênicas são neuro ou vasoativas (BARDÓCZ, 1995; GLÓRIA, 2005). Na Figura
5, a estrutura química de algumas aminas bioativas encontra-se representada.
31
Serotonina Histamina
Feniletilamina Tiramina Triptamina
Dopamina Octopamina
Putrescina Cadaverina
Espermina Espermidina Agmatina
Figura 5. Estrutura química das aminas bioativas.
Fonte: GLÓRIA & VIEIRA (2007).
As poliaminas espermina e espermidina são componentes indispensáveis de todas
as células vivas. As poliaminas apresentam várias interações eletrostáticas com
macromoléculas, especialmente DNA, RNA e proteínas, e estão envolvidas na regulação e
estimulação de suas sínteses. Estimulam a diferenciação celular, interagindo e moldando
vários sistemas intracelulares. São importantes na permeabilidade e estabilidade das
membranas celulares e reduzem a permeabilidade da mucosa a macromoléculas e
HO
N
H
O
H
C
H
2
C
H
2
N
H
2
NN
CH
2
CH
2
NH
2
H
CH
2
CH
2
NH
2
H
O CH
2
CH
2
NH
2
N
H
C
H
2
C
H
2
N
H
2
CH
2
CH
2
NHCH
3
H
O
H
2
N
(CH
2
)
4
N
H
2
H
2
N
(CH
2
)
5
N
H
2
H
2
N
(CH
2
)
3
N
H
(CH
2
)
4
N
H
(CH
2
)
3
N
H
2
H
2
N
(CH
2
)
4
N
H
(CH
2
)
3
N
H
2
H
2
N
N
(
C
H
2
)
4
N
H
2
N
H
H
H
O CH
2
CH
2
NH
2
32
proteínas alergênicas, prevenindo alergias alimentares (DROLET et al., 1986; BARDÓCZ,
1995; LOSER, 2000).
De acordo com DROLET et al. (1986) e BARDÓCZ (1995), a espermina e a
espermidina, assim como as diaminas putrescina e cadaverina, são eficientes
sequestrantes de radicais livres em numerosos sistemas enzimáticos químicos e in vitro.
Podem inibir a peroxidação de lipídeos e prevenir a senescência. Um resumo da
importância fisiológica das aminas bioativas está descrito na Tabela 3.
Em plantas de grande porte, as poliaminas estão envolvidas em diversos processos
fisiológicos, incluindo morfogêneses, enraizamento, floração e senescência (SHIOZAKI et
al., 2000). As poliaminas podem ser usadas como fonte de nitrogênio orgânico e
desempenhar um papel crítico em diversos processos, entre eles, o crescimento da raiz, o
controle do pH intracelular, o desenvolvimento da flor e do fruto e a resposta ao estresse
abiótico como, por exemplo, deficiência de potássio, choque osmótico, estiagem e
infecção patogênica. Poliaminas são também importantes na síntese de metabólitos
secundários de interesse biológico, como por exemplo, nicotina e alcalóides (FLORES et
al., 1989; WALTERS, 2003). Estão associadas à parede celular e membranas, regulam a
pectinesterase e a ligação com a pectina, retardando o amolecimento do fruto e seu
envelhecimento (LEITING & WICKER, 1997). O efeito firmador das poliaminas é similar
ao do cloreto de cálcio, e pode estar relacionado à sua habilidade de ligação entre a
parede celular e membranas, estabilizando-as, ou por tornar a parede celular menos
acessível a enzimas responsáveis pelo seu amadurecimento (BOUCHEREAU et al.,
1999).
As aminas neuroativas, como a histamina e a serotonina, afetam o sistema nervoso
pela atuação na transmissão neural no Sistema Nervoso Central. As aminas vasoativas
atuam diretamente ou indiretamente no sistema vascular. Aminas vasoconstritoras –
tiramina, triptamina e feniletilamina – causam aumento na pressão sanguínea pela
constrição do sistema vascular e aumentam a freqüência cardíaca e a força da contração
cardíaca. A histamina é um forte dilatador capilar e pode produzir efeitos hipotensivos.
Esta amina também media primariamente e imediatamente sintomas em respostas
alérgicas. A serotonina é um vaso e broncoconstritor e encontra-se envolvida na
regulação de inúmeras funções importantes, incluindo sono, sede, fome, humor e
atividade sexual (GLÓRIA, 2005).
33
Tabela 3. Funções metabólicas e fisiológicas de aminas bioativas
Aminas Bioativas Funções
Espermidina
Espermina
- Regulação e estimulação da síntese de DNA, RNA
e proteínas
- Estimulação da diferenciação celular
- Permeabilidade e estabilidade das membranas
celulares
- Sequestrantes de radicais livres
- Manutenção da alta atividade metabólica de um
intestino saudável funcionando normalmente
- Redução da permeabilidade da mucosa a
macromoléculas e prevenção de alergias
alimentares
- Processos fisiológicos em plantas superiores:
crescimento da raiz, embriogênese somática,
controle do pH intracelular, desenvolvimento da
flor e fruto, resposta a estresse abiótico, síntese de
metabólitos secundários, senescência, resposta da
planta a patógenos
Putrescina
Cadaverina
- Recicladores de radicais livres
Histamina - Forte dilatador capilar
- Efeito hipotensivo
- Psicoativa
- Efeito protetor a predadores
Serotonina - Vaso e broncoconstritor
- Neurotransmissor
- Efeito protetor a predadores
Tiramina
Triptamina
Feniletilamina
- Aminas vasoconstritoras
- Precursoras de compostos com significância
biológica
Aminas conjugadas
(ácido cinâmico)
- Agentes antivirais e antifúngicos
- Crescimento da planta e processo de
desenvolvimento
- Resposta da planta a patógenos
Fonte: GLÓRIA & VIEIRA (2007).
34
3.2. FORMAÇÃO
As aminas são formadas por transaminação de aldeídos ou cetonas, hidrólise de
substâncias nitrogenadas, decomposição térmica ou descarboxilação de aminoácidos,
sendo esta última a principal via de formação. A descarboxilação de aminoácidos ocorre
pela remoção do grupo α-carboxila formando a amina correspondente (SHALABY, 1996).
A síntese das aminas biogênicas histamina, tiramina, triptamina, feniletilamina e
cadaverina ocorre por meio da descarboxilação dos aminoácidos precursores histidina,
tirosina, triptofano, fenilalanina e lisina, respectivamente. Na síntese da serotonina, o
triptofano é transformado pela triptofano hidrolase em 5-hidroxitriptofano, que é
descarboxilado pela aminoácido aromático descarboxilase em 5-hidroxitriptamina ou
serotonina. Tirosina é o precursor de aminas fenólicas como octopamina e dopamina
(GLÓRIA, 2005). Na Figura 6 estão representadas as vias metabólicas para a formação
das aminas bioativas.
A descarboxilação de aminoácidos pode ser resultado de elevadas temperaturas ou
de enzimas microbianas. Os pré-requisitos para formação de aminas são a
disponibilidade de aminoácidos livres, altas temperaturas de processamento, presença de
microrganismos descarboxilase positivos e condições favoráveis para o crescimento
microbiano e a atividade descarboxilante. Aminoácidos livres ocorrem normalmente em
alimentos, mas também podem ser liberados das proteínas como resultado de atividade
proteolítica ou degradação térmica. Microrganismos descarboxilase positivos podem fazer
parte da população associada ao alimento ou podem ser introduzidos por contaminação
antes, durante ou após o processamento. A adição de cultura pode também favorecer a
formação de aminas biogênicas (HALÁSZ et al., 1994; GLÓRIA, 2005).
A produção de aminas por bactérias é influenciada pelo pH, temperatura, tensão de
oxigênio, presença de vitaminas e cofatores, disponibilidade de aminoácidos livres e
açúcares fermentáveis. Em valores de pH 2,5 a 6,5, a produção de aminas por bactérias é
estimulada como proteção contra a acidez do meio (LUCAS et al., 2003; GONZÁLEZ-
MARCO & ANCÍN-AZPILICUETA, 2006b). A atividade descarboxilante depende da fase
de crescimento dos microrganismos, sendo maior na fase estacionária. Com relação à
temperatura, decarboxilases são mais ativas em temperaturas inferiores a 30 ºC e não
possuem ação acima de 40 ºC. No entanto, em temperatura de 0 a 10 ºC, a atividade
descarboxilante dependerá do microrganismo presente (HALÁSZ et al., 1994).
35
Figura 6. Vias metabólicas para a formação das aminas bioativas.
Fonte: GLÓRIA & VIEIRA, 2007.
A síntese de poliaminas é um processo mais complexo, apesar dos primeiros
passos também incluírem uma reação de descarboxilação. Em plantas e alguns
microrganismos, a primeira etapa envolve a descarboxilação da ornitina a putrescina pela
ornitina descarboxilase. Uma via alternativa para a produção de putrescina é pela arginina
via agmatina pela arginina descarboxilase e pela citrulina. A putrescina é obrigatoriamente
Arginina
Agmatina
Triptofano
Tirosina
Histidina 5-Hidroxitriptofano
Lisina
Cadaverina
Fenilalanina
Feniletilamina
Citrulina
Ornitina
Putrescina
Espermidina
Espermina
Tiramina
Histamina Triptamina Serotonina
Dopamina
Octopamina
PROTEÍNA
36
um intermediário na síntese de poliaminas (FLORES et al., 1989; BARDÓCZ, 1995;
WALTERS, 2003; GLÓRIA, 2005).
Na síntese da espermidina, um grupo aminopropil derivado da metionina é
adicionado à putrescina, via S-adenosilmetionina (SAM), e este mesmo grupo é
adicionado à espermidina para formar a espermina. As enzimas espermidina e espermina
sintases e SAM descarboxilase participam destas reações (FLORES et al., 1989;
WALTERS, 2003).
3.3. METABOLISMO E ASPECTOS TOXICOLÓGICOS
As aminas bioativas normalmente não representam perigo para a saúde a não ser
que grandes quantidades sejam ingeridas ou que o mecanismo natural para o catabolismo
de uma ou mais aminas seja inibido ou esteja geneticamente deficiente. Indivíduos
saudáveis podem metabolizar aminas presentes nos alimentos por acetilação e oxidação.
Aminas biogênicas são oxidadas pelas monoaminoxidases (MAO) e diaminoxidases
(DAO). Poliaminas em geral são primeiramente acetiladas e depois oxidadas pelas
poliaminoxidases (PAO) (GLÓRIA, 2005).
Indivíduos com problemas respiratórios, coronarianos, hipertensão ou deficiência de
vitamina B12 são sensíveis a baixas doses de aminas biogênicas (BRINK et al., 1990;
HALÁSZ et al., 1994) assim como aqueles em tratamento com drogas inibidoras da MAO
(BARDÓCZ, 1995). Pacientes em tratamento com essas drogas podem também ser
afetados, uma vez que estas podem impedir o catabolismo de aminas. Os inibidores de
MAO e DAO são usados no tratamento de estresse, depressão, doenças de Alzheimer e
Parkinson, tuberculose, malária, síndrome do pânico e fobia social (FUZIKAWA et al.,
1999; GLÓRIA, 2005).
As principais aminas biogênicas envolvidas em episódios de intoxicação são:
histamina, tiramina, putrescina, cadaverina, feniletilamina e triptamina. Na Tabela 4
encontram-se descritos os principais efeitos tóxicos produzidos pelas aminas bioativas.
37
Tabela 4. Efeitos tóxicos das aminas bioativas
Efeitos tóxicos Aminas envolvidas
Sintomas
Intoxicação
histamínica
Histamina
(efeito tóxico
potencializado pela
putrescina,
cadaverina,
espermina,
triptamina, tiramina,
feniletilanina e
álcool)
Gastrointestinal: náusea, vômito, diarréia,
cólica abdominal
Neurológico: dor de cabeça pulsante,
palpitação, rubor facial e no pescoço,
coceira, pulsação rápida e fraca, tontura e
fraqueza, formigamento
Hemodinâmico: hipotensão, dilatação
capilar
Cutâneo: erupção, urticária, edema,
inflamação localizada
Casos severos: bronco espasmo,
sufocação, respiração difícil
Intoxicação por
tiramina
Tiramina Dor de cabeça, febre, aumento na pressão
sanguínea, vômito, transpiração, dilatação da
pálpebra e pupilas, salivação, lacrimação,
respiração aumentada, palpitação e dispnéia
Intoxicação por
tiramina e
feniletilamina
(Reação com
queijo) ou crise
hipertensiva
Tiramina
Feniletilamina
Crise hipertensiva, dor de cabeça severa,
hemorragia cerebral, seqüela neurológica,
deficiência cardíaca, edema pulmonar,
alterações na visão, palpitação, náusea,
sudação, vômito, contração muscular,
excitação, confusão mental, pressão
sanguínea alta, febre e transpiração
Associada a pacientes medicados com
MAOI
1
Enxaqueca Tiramina
Feniletilamina
Triptamina
Serotonina
Dor de cabeça pulsante e ataque de
enxaqueca
1
MAOI – inibidor da monoaminoxidase.
Fonte: GLÓRIA & VIEIRA (2007).
A histamina é a amina biogênica mais estudada, sendo comumente usada como
indicador do frescor e da qualidade em muitos alimentos. Alguns sintomas apresentados
na intoxicação histamínica incluem urticária, coceira, inflamação localizada, edema,
náusea, vômito, diarréia, dor abdominal, hipotensão, dor de cabeça, rubor e taquicardia.
Em casos severos, bronco espasmos, sufocação e respiração difícil são reportados. A
38
recuperação em geral ocorre oito horas após a ingestão dessa amina (TAYLOR, 1986;
SHALABY, 1996; GLÓRIA, 2005).
Tiramina, triptamina e feniletilanina são vasoconstritoras. Tiramina tem ação
vasoconstritora devido ao fato de liberar noradrenalina, a qual aumenta a pressão arterial.
A tiramina pode também dilatar as pupilas, causando lacrimação, promover salivação,
febre, vômito, dor de cabeça e aumento na freqüência respiratória e no teor de glicose do
sangue. Quando alimentos ricos em tiramina são consumidos, aproximadamente 30% dos
indivíduos com enxaqueca clássica podem apresentar crise (GLÓRIA & VIEIRA, 2007). A
feniletilamina, de forma similar à tiramina, provoca uma elevação na pressão sanguínea,
mas neste caso isto se deve à liberação de norefedrina (ANCÍN-AZPILICUETA et al.,
2008).
A triptamina tem ação farmacológica similar à tiramina. Altos níveis podem exercer
efeitos diretos na musculatura lisa, causar dor de cabeça e aumentar a pressão sanguínea
pela constrição do sistema vascular. A putrescina e a cadaverina têm menor atividade
farmacológica do que as aminas aromáticas, podendo, no entanto, potencializar o efeito
tóxico da histamina, tiramina e feniletilamina (GLÓRIA, 2005). Estas aminas podem ainda
reagir com nitrito para formar N-nitrosaminas, as quais possuem propriedades
carcinogênicas (HALÁSZ et al., 1994).
O nível tóxico das aminas bioativas é difícil de ser estabelecido porque depende da
eficiência dos mecanismos de detoxificação nos diferentes indivíduos, da existência de
substâncias potencializadoras nos alimentos, do consumo de drogas inibidoras das
oxidases e de álcool e da presença de doenças gastrintestinais (SHALABY, 1996).
Limites máximos acima de 10 mg de histamina, 10 mg de tiramina e 3 mg de feniletilamina
em 100 g de alimentos foram sugeridos (HALÁSZ et al., 1994). No entanto, a ingestão de
alimentos contendo 6 mg de tiramina pode causar enxaqueca e 10 a 25 mg pode resultar
em crises hipertensivas em indivíduos em uso de medicamentos inibidores da MAO
(FUZIKAWA et al., 1999).
Problemas de saúde relacionados à ingestão de vinhos foram relatados
principalmente quanto à presença de histamina, tiramina e feniletilamina (LEHTONEN,
1996). Uma sensibilidade seletiva a vinhos tintos foi demonstrada em pacientes com
enxaqueca e dor de cabeça (GOLDBERG & CONFINO-COHEN, 2005; HOLZHAMMER &
WOBER, 2006). Como a toxicidade das aminas biogênicas pode ser potencializada pela
presença de etanol, acetaldeído e outras aminas, níveis de histamina de 2 a 8 mg/L e de
39
tiramina superiores a 8 mg/L podem causar dor de cabeça quando uma grande quantidade
de vinho é ingerida (TAYLOR, 1986; LEHTONEN, 1996; SOUFLEROS et al., 1998).
O conteúdo de aminas em vinhos poderá, no futuro, ser utilizado como um índice ou
critério de qualidade, a exemplo da regulamentação implementada pelo Food and Drug
Administration (FDA) para peixes, sendo que em alguns países, inclusive, já foram
estabelecidos limites para a histamina em vinhos. A Suíça recomenda como nível máximo
10 mg/L, a Alemanha 2 mg/L e a França 8 mg/L (GLÓRIA & VIEIRA, 2007). No Brasil,
nenhum limite foi estabelecido ainda para a presença destas aminas nos vinhos. Estudos
são necessários para se obter informações sobre os tipos e os teores de aminas
presentes nas uvas e nos vinhos brasileiros, sendo importante verificar se as práticas de
cultivo da uva exerceriam algum efeito nos teores de aminas.
4. AMINAS BIOATIVAS EM UVAS E VINHOS
O teor de aminas presente é um dos fatores determinantes da qualidade de vinhos
e outras bebidas fermentadas. Diversas aminas têm sido detectadas em vinhos, entre
elas, as alifáticas voláteis e as aminas bioativas. As aminas bioativas espermidina,
espermina, agmatina, putrescina, cadaverina, histamina, tiramina, feniletilamina,
triptamina, serotonina, dopamina e octopamina foram encontradas em vinhos (GLÓRIA &
VIEIRA, 2007). Na Tabela 5 são apresentados dados sobre os tipos e teores de aminas
encontrados em diferentes vinhos relatados na literatura.
A histamina foi primeiramente detectada em vinhos em 1954 e os primeiros dados
relativos ao seu teor foram disponibilizados em 1965. Nos anos 80, os estudos
investigavam a presença e os teores de histamina, tiramina, putrescina e cadaverina em
vinhos, devido aos aspectos tecnológicos e toxicológicos associados a esses compostos
(ZEE et al., 1983; BROQUEDIS et al., 1989; VIDAL-CAROU et al., 1989ab; 1990ab).
Recentemente, outros tipos de aminas começaram a atrair a atenção dos pesquisadores,
entre elas a espermidina, a triptamina e a feniletilamina (MO DUGO et al., 2006; MILLÁN
et al., 2007; SOUFLEROS et al., 2007), a agmatina e a serotonina (GLÓRIA et al., 1998;
SOUZA et al., 2005; YILDIRIM et al., 2007). De acordo com a Tabela 5, pode-se observar
que histamina, tiramina, putrescina e cadaverina foram investigadas em 100% dos estudos
40
e espermidina, espermina, triptamina e feniletilamina em 73% dos estudos. Os teores e os
tipos de aminas presentes em vinhos variaram amplamente entre os tipos de vinhos e
também entre as amostras de um mesmo tipo de vinho (GLÓRIA & VIEIRA, 2007).
Tabela 5. Tipos e teores de aminas bioativas em vinhos
Vinho Intervalo e valores médios dos teores de aminas (mg/L)
1
Referência EPD EPM PUT CAD HIM TIM TRM FEM
Bordeaux
ZEE et al., 1983
--- --- 4,03 0,88 4,91 7,31 --- ---
Cabernet Franc
SOUZA et al., 2005
0,07 – 0,30
nd
0,77 – 1,43
nd
nd - 1,37
0,30 - 0,83
nd
0,17 - 0,50
Cabernet Monreale
MO DUGO et al., 2006
0,2
0,2
0,4
0,5
0,1
0,1
0,2
0,2
Cabernet Sauvignon
GLÓRIA et al., 1998
nd – 4,03
nd - 1,17
3,15 - 23,6
nd - 1,51
nd - 10,10
nd - 7,53
nd
nd - 0,14
SOUZA et al., 2005
0,10 - 1,63 nd 1,27 – 4,33
nd 0,23 - 1,73 0,40 - 1,07 nd 0,20 - 1,37
MO DUGO et al., 2006
0,1 0,1 0,2 0,4 nd 0,4 0,3 0,1
SOUFLEROS et al., 2007
0,02 0,00 0,14 0,15 0,12 0,03 --- ---
YILDIRIM et al., 2007
--- --- 4,38 0,49 1,25 nd nd nd
Merlot
SOUZA et al., 2005
0,03 - 0,23
nd
0,97 – 1,10
nd
0,07 - 1,67
0,33 - 0,50
nd
0,20 - 0,50
YILDIRIM et al., 2007
--- --- 4,54 nd 1,78 1,42 nd nd
MO DUGO et al., 2006
0,1 0,2 0,3 0,2 nd 0,2 0,1 0,2
SOUFLEROS et al., 2007
0,06 0,10 0,75 0,12 0,51 0,07 --- ---
Petit Verdot
MO DUGO et al., 2006
nd
nd
0,7
0,4
0,1
0,1
0,2
0,1
Pinot noir
GLÓRIA et al., 1998
nd – 2,35
nd - 2,38
2,43 – 20,3
nd - 2,07
nd - 23,98
nd - 8,31
nd - 5,51
nd - 0,89
MO DUGO et al., 2006
0,1-0,2 0,1 - 0,2 0,3 – 0,5 0,4-0,5 0,4 - 0,8 0,2-0,3 0,1 - 0,3 0,5 - 0,6
Vinho do Porto
ZEE et al., 1983
---
---
3,33
0,23
3,48
2,17
---
---
Rioja
MILLÁN et al., 2007
0,08 - 1,10
0,09 - 0,19
0,06 - 13,0
0,07 - 0,68
0,40 - 8,22
0,03 - 3,20
0,04 - 0,98
0,09 - 4,02
Syrah
MO DUGO et al., 2006
nd
nd
0,4
0,3
0,2
0,1
0,1
0,1
SOUFLEROS et al., 2007
0,62 0,36 2,06 0,78 0,61 0,76 --- ---
Tannat
MO DUGO et al., 2006
0,1
0,1
0,2
0,2
0,1
0,3
0,1
0,2
Tempranillo
HERNÁNDEZ-ORTE et
al., 2006
--- --- nd - 55,0 nd - 14,0 nd - 25,0 nd - 19,0 --- 16,0
MO DUGO et al., 2006
nd nd 0,1 0,2 nd nd nd 0,1
1
nd – não detectado; --- - não determinado.
EPD - espermidina, EPM - espermina, PUT - putrescina, CAD - cadaverina, HIM - histamina, TIM - tiramina, TRM
- triptamina, FEM – feniletilamina.
Fonte: Modificado de GLÓRIA e VIEIRA (2007).
41
Segundo HERBERT et al. (2005), os processos que geram as aminas biogênicas,
juntamente com os fatores que influenciam quantitativamente e qualitativamente sua
presença em vinhos, ainda não se encontram bem definidos em alguns casos e, algumas
vezes, os resultados publicados são conflitantes entre si. Aminas presentes em vinhos
podem ter duas diferentes origens: matéria-prima e processos de fermentação.
As condições que favorecem a ocorrência de aminas biogênicas em vinhos
dependem do tempo de contato do mosto com a casca das uvas, do teor de aminoácidos
presente na fase inicial e final da fermentação alcoólica e do tempo de contato com a
levedura. O tipo e o grau de maturação das uvas, o clima e o solo da área de viticultura,
bem como as técnicas de vinificação também podem contribuir para aumentar o teor de
aminas biogênicas em vinhos (MARQUES et al., 2008).
Em diversos estudos, as aminas biogênicas têm sido sugeridas como indicadores
das condições higiênico-sanitárias durante os processos de produção do vinho ou sido
associadas com precárias condições sanitárias das uvas (DEL PRETE et al., 2009).
Atualmente, a grande variabilidade no conteúdo de aminas em vinhos é fonte de
preocupação em muitos países, assim como os efeitos tóxicos das aminas que podem
afetar algumas pessoas que são particularmente sensíveis à ação destes compostos. Os
parâmetros que influenciam a formação das aminas biogênicas devem ser estudados,
possibilitando um melhor controle no processo de vinificação e o estabelecimento no
futuro de limites com relação ao conteúdo dessas substâncias presentes nos vinhos
(ANCÍN-AZPILICUETA et al., 2008).
As aminas bioativas são inerentes aos organismos vivos e estão,
conseqüentemente, presentes em uvas. São sintetizadas em diversas partes da Vitis
vinifera, incluindo o fruto e as folhas (BROQUEDIS et al., 1989; ADAMS, 1991; MIKLÓS &
SARJALA, 2002; MO DUGO et al., 2006). Além disso, podem ocorrer nas formas livre e
conjugada (SHIOZAKI et al., 2000).
Algumas aminas são constituintes normais das uvas conforme apresentado na
Tabela 6. A poliamina espermidina é usualmente abundante no pericarpo, seguida pelo
seu precursor obrigatório, a putrescina. Outras aminas, como por exemplo, espermina,
agmatina, cadaverina, histidina, tiramina e feniletilamina foram também encontradas em
menor quantidade. As sementes das uvas também contêm espermina, putrescina e
cadaverina em altas concentrações (SHIOZAKI et al., 2000; KISS et al., 2006).
42
Tabela 6. Perfis e teores de aminas bioativas livres no pericarpo de uvas
Referência / Média (± desvio padrão) ou intervalo dos teores de aminas (mg/kg)
Variedade/safra EPD EPM AGM PUT CAD HIM TIM FEM
Bover-Cid et al. 2006
Cabernet Sauvignon
4,66 ± 0,26
2,50 ± 0,23
--- 6,81 ± 1,47
1,16 ± 0,37 --- --- ---
Broquedis et al. 1989*
Ugni blanc
0,35 – 0,43
0,02 – 0,04
--- 0,16 – 0,21
0,04 --- --- ---
Kiss et al. 2006**
Furmint/2003
3,69 – 5,33
--- nd 2,47 – 4,94
0,37 – 0,55 0,10 – 0,22 nd nd – 0,15
Hárslevelü/2003
6,33 – 6,37
--- nd 3,16 – 5,45
0,22 – 1,02 0,19 – 0,34 nd 0,08 – 0,10
Furmint/2004
10,1 – 12,3
--- nd – 0,10 4,36 – 7,24
0,32 – 1,33 0,46 – 0,49 nd 0,16 – 0,23
Hárslevelü/2004
8,46 – 9,19
--- nd 0,70 – 1,67
0,01 – 0,04 0,63 – 0,86 nd 0,11 – 0,14
Yellow Muscat/2004
8,22 --- 0,08 2,44 0,10 0,55 nd 0,17
Zéta/2004
7,48 --- nd 2,00 0,45 0,54 nd 0,45
White grape/2004
9,29 --- nd 4,26 0,01 0,31 nd 0,11
Sass-Kiss et al. 2000
Furmint/1998
35,4 --- nd 3,56 1,04 0,13 0,50 0,31
Hárslevelü/1998
26,3 --- nd 3,82 1,34 0,24 0,37 0,19
Muscat Ottonel/1998
30,3 --- nd 3,79 1,34 0,40 0,60 0,23
*nmol/kg ** Peso em base seca.
nd – não detectado; --- - não determinado. EPD - espermidina, EPM - espermina, AGM – agmatina, PUT - putrescina, CAD -
cadaverina, HIM - histamina, TIM - tiramina, FEM - feniletilamina. Triptamina e serotonina não foram determinadas.
Fonte: Modificado de GLÓRIA & VIEIRA (2007).
4.1. FATORES QUE AFETAM OS TEORES DE AMINAS PRESENTES EM UVAS
4.1.1. Safra
Alguns estudos indicam que a safra pode afetar significativamente os teores de
aminas em uvas e vinhos. Outras variações são observadas entre safras, como a
concentração do aminoácido precursor, o pH e a complexidade da microbiota. Baseado
neste fato, MARTÍN-ÁLVAREZ et al. (2006) concluíram que a diversidade da microbiota
em vinhos, selecionada a cada ano, também desempenha um papel significativo no perfil
de aminas.
MOTA et al. (2009) compararam vinhos Syrah nas safras de 2005 e 2006 e
observaram uma menor diversidade de aminas na safra de 2006 quando comparada a de
43
2005. Como os vinhos foram produzidos em condições padronizadas em ambas as
safras, as diferenças no perfil de aminas foram atribuídas às condições edafoclimáticas,
que podem ter afetado os teores de aminoácidos livres e a composição da microbiota da
uva.
4.1.2. Variedade da uva
Tem sido observado que a variedade da uva afeta os teores e tipos de aminas
presentes em vinhos. SASS-KISS et al. (2000) relataram diferenças significativas nos
teores de espermidina, tiramina, histamina e feniletilamina em três variedades de uvas
húngaras (Furmint, Hárslevelü e Muscat Ottonel) da safra de 1998 como apresentado na
Tabela 6. KISS et al. (2006) observaram diferentes teores de espermidina e espermina
em duas variedades de uvas húngaras – Furmint e Hárslevelü – provenientes de uma
mesma vinícola. Entretanto, os teores variaram amplamente para diferentes safras de
uma mesma variedade. YILDIRIM et al. (2007) observaram diferenças significativas nos
teores de histamina, tiramina e cadaverina entre as variedades de Vitis vinifera cultivadas
na Turquia. Conseqüentemente, a diferença nos tipos e teores de aminas presentes nas
uvas e vinhos não é somente dependente da variedade da uva, mas também da área
cultivada.
4.1.3. Estádio de desenvolvimento e maturação da uva
SHIOZAKI et al. (2000) investigaram a influência do estádio de desenvolvimento e
da maturação nos teores de aminas conjugadas, ligadas ou livres presentes no pericarpo
e sementes de uvas Muscat Bailey A. Os autores observaram que os teores de
espermidina e putrescina livres foram maiores no início do desenvolvimento da uva,
sofrendo redução posterior, o que pode estar associado à proliferação celular no
pericarpo. Poliaminas ligadas e conjugadas também foram encontradas no pericarpo das
uvas. Os teores de poliaminas conjugadas aumentaram aos 30 dias após a floração
sofrendo rápido declínio. As poliaminas ligadas exibiram mudanças similares às
conjugadas.
44
4.1.4. Estresse hídrico
A influência do estresse hídrico no perfil de aminas em plantas encontra-se descrita
na literatura (COELHO et al., 2005). BOVER-CID et al. (2006), no entanto, não
observaram diferença significativa nos teores de aminas em uvas Cabernet Sauvignon
submetidas a quatro graus diferentes de estresse hídrico. Os teores de putrescina,
espermidina e cadaverina foram similares nos quatro grupos de amostras das uvas,
independentemente do estresse hídrico aplicado. Este fato parece indicar que o estresse
hídrico não é um fator capaz de modificar o teor de poliaminas alifáticas presentes em
uvas, embora mais estudos devam ser realizados.
4.1.5. Microbiota da uva
A microbiota é outro fator que pode afetar o perfil de aminas presente na uva.
Uvas intactas contêm menor quantidade de aminas quando comparadas àquelas que
estão infectadas por fungos. O conteúdo de aminas nas uvas intactas deve-se
principalmente à espermina e putrescina, com baixos teores (quando presentes) de outras
aminas. Uvas desidratadas infectadas principalmente com Botrytis cinerea – uvas Aszú –
mostraram diferenças no perfil de aminas. Novas aminas foram detectadas, tais como
tiramina e agmatina e as concentrações de espermidina e feniletilamina aumentaram
quando comparadas com as uvas intactas (KISS et al., 2006). Esses resultados indicam
que a microbiota inerente às uvas exerce efeito significativo na composição e
concentração de aminas. Em conseqüência, o perfil de aminas presentes poderia ser
usado para determinar a autenticidade de vinhos Aszú.
4.1.6. Tipo de solo, adubação, práticas de cultivo e condições climáticas
Baixas concentrações de potássio no solo são apontadas como responsáveis por
altos teores de putrescina em plantas, principalmente nas folhas. De acordo com GENY et
al. (1997a), o teor de poliaminas (especialmente as formas conjugadas e ligadas à parede
celular) é fortemente afetado pela nutrição com potássio em diversas espécies de
Cabernet Sauvignon previamente ao aparecimento da deficiência nutricional visual nas
folhas. Este resultado parece sugerir que as poliaminas podem ser usadas como um
45
marcador bioquímico sensível para distinguir teores ótimos de potássio para videiras antes
de aparecerem os sintomas da deficiência nutricional.
De acordo com BELL & HENSCHKE (2005), o suprimento de nitrogênio aumenta o
teor de aminoácidos e, conseqüentemente, o de aminas e nitrogênio assimiláveis pelas
leveduras. Quantidades de 100 kg N/ha/ano duplicaram a concentração de aminas em
comparação com videiras nas quais nenhum fertilizante nitrogenado foi aplicado.
Outros fatores que podem afetar os teores de aminas em uvas e vinhos são as
práticas de cultivo e as condições climáticas. Teores mais baixos de aminas foram obtidos
em uvas cultivadas em estações frias e chuvosas (SASS-KISS et al., 2000). Quando
YILDIRIM et al. (2007) compararam variedades de uvas orgânicas e não orgânicas,
perceberam um aumento significativo no teor de putrescina em vinhos orgânicos. Uma
vez que os vinhos foram produzidos utilizando-se de diferentes processos, a diferença
observada não pôde ser somente atribuída ao método orgânico de cultivo das uvas.
São poucas as informações disponíveis sobre a formação de aminas em uvas no
Brasil, sendo importante a obtenção de informações científicas com relação a estes
parâmetros a fim de se obter uvas de qualidade.
4.2. INFLUÊNCIA DA VINIFICAÇÃO NOS TEORES DE AMINAS
Os teores de aminas presentes em uvas podem aumentar durante o processo de
vinificação, sendo afetados pelos microrganismos adicionados intencionalmente (culturas
starter) ou contaminantes. Outros fatores importantes que afetam a concentração de
aminas em vinhos são as condições nas quais as fermentações alcoólica e malolática são
realizadas. Assim, diferentes autores têm estudado a influência de fatores como pH,
temperatura, concentração de dióxido de enxofre, turbidez e acidez volátil na produção de
aminas em vinhos (ANCÍN-AZPILICUETA et al., 2008).
Durante a fermentação, os teores de espermidina e espermina podem diminuir.
Além das aminas já presentes nas uvas, outras podem ser formadas e acumuladas
durante o processamento do vinho, entre elas putrescina, tiramina, histamina e
feniletilamina, enquanto que os teores de espermidina são reduzidos. As informações a
este respeito, no entanto, são contraditórias (GLÓRIA & VIEIRA, 2007).
46
4.2.1. Fermentação alcoólica
BOVER-CID et al. (2006) observaram que a espermidina e a espermina
desapareciam durante a fermentação alcoólica, o que pode ser explicado pelo consumo
destas por leveduras álcool fermentativas. O teor de putrescina decresceu linearmente ao
longo do tempo, enquanto o de cadaverina sofreu redução significativa no estágio de
maceração. Esses resultados estão de acordo com o conceito geral aceito de que
leveduras são incapazes de liberar aminas em quantidades significativas. Aminas
aromáticas usualmente encontradas em vinhos durante sua comercialização não
aparecem no mosto ou durante a fermentação alcoólica.
GARDE-CERDÁN & ANCÍN-AZPILICUETA (2007) investigaram a evolução de
aminas bioativas durante a fermentação alcoólica espontânea e também durante a
vinificação de mosto esterilizado com Saccharomyces cerevisiae. No decorrer da
fermentação alcoólica espontânea, putrescina foi sintetizada após o consumo de 25% dos
açúcares. A formação de espermidina e feniletilamina, no entanto, ocorreu na última fase
da fermentação alcoólica. Durante a vinificação do mosto esterilizado inoculado com S.
cerevisiae na presença de SO
2
, houve formação e acúmulo de putrescina em níveis
elevados, sendo esta formada após consumo de 25% dos açúcares. Espermina,
espermidina e feniletilamina foram formadas após o consumo de 50% dos açúcares. A
presença de SO
2
não afetou a formação dessas aminas, a qual foi maior em fermentações
inoculadas do que em espontâneas.
4.2.2. Fermentação malolática
Evidências da formação de aminas durante a fermentação malolática são descritas
na literatura. A maioria dos pesquisadores atribui a formação de aminas, especialmente
tiramina e histamina, à fermentação malolática pela ação de bactérias envolvidas nesta
fermentação (VIDAL-CAROU et al., 1990b; SOUFLEROS et al., 1998; MARCOBAL et al.,
2006). As taxas de formação e os teores dessas aminas variam amplamente de acordo
com o tipo de microrganismo envolvido (ANCÍN-AZPILICUETA et al., 2008).
A fermentação malolática não resulta necessariamente na formação de aminas.
De fato, alguns estudos in vitro demonstraram que algumas cepas de bactérias
47
maloláticas comerciais não produziam histamina, tiramina e putrescina (MORENO-
ARRIBAS et al., 2003).
O controle da fermentação malolática é uma das mais importantes medidas a
serem tomadas para evitar acúmulos importantes de aminas biogênicas em vinhos. Para
isso, torna-se fundamental investigar a capacidade de diferentes bactérias acido láticas na
produção desses compostos (ANCÍN-AZPILICUETA et al., 2008).
4.2.3. Condições higiênico-sanitárias durante a vinificação
Existem dados que indicam a possibilidade de formação de aminas em vinhos pela
ação de microrganismos contaminantes ou por aqueles não diretamente relacionados ao
processo de fermentação, como, por exemplo, bactérias entéricas. Condições
higiênico-sanitárias das uvas afetam os teores de algumas aminas, por exemplo, uvas
contaminadas por algum agente microbiano possuem teores de aminas mais elevados,
especialmente tiramina e putrescina (KISS et al., 2006).
A ausência do acúmulo de aminas biogênicas em vinhos durante o processamento
está relacionada a condições controladas e apropriadas de higiene. Portanto, é possível
produzir vinhos com teores de aminas extremamente baixos (BOVER-CID et al., 2006).
4.2.4. Outros fatores que afetam os teores de aminas durante os processos de
vinificação
Além da presença de microrganismos, outros fatores durante o processo de
vinificação podem ser fontes de aminas em vinhos. Estão inclusos fatores de tratamento
do mosto, maceração, conteúdo de álcool, concentração de dióxido de enxofre, nutrientes
adicionados, pH, temperatura e quantidade e tipos de agentes clarificantes finalizadores.
A duração da maceração da casca da uva afeta a extração de alguns
componentes presentes nesta, tais como fenóis, proteínas, polissacarídeos e, também,
alguns aminoácidos. De acordo com MARTÍN-ÁLVAREZ et al. (2006), concentrações
significativamente menores de histamina, tiramina e putrescina foram observadas em
vinhos produzidos com menos de 10 dias de maceração da casca, assim como vinhos
elaborados com tempos de maceração mais longos apresentaram teores de 2 a 4 vezes
maiores dessas aminas.
48
A temperatura de estocagem tem efeito decisivo na qualidade do vinho. Uma
elevação da temperatura favorece a ocorrência de reações no vinho. Estudos com vinhos
Chardonnay mostraram que a formação e a degradação de aminas ocorriam
principalmente nos primeiros 45 dias de armazenamento para todas as temperaturas
estudadas. O aumento do teor de aminas no início da estocagem está relacionado com a
atividade descarboxilase de microrganismos remanescentes no produto (GONZÁLEZ-
MARCO & ANCÍN-AZPILICUETA, 2006a).
O pH pode influenciar o crescimento e a atividade metabólica de bactérias ácido-
láticas, sendo que este parece ser um dos mais importantes fatores enológicos que
influenciam as aminas biogênicas, particularmente a formação de histamina, tiramina e
putrescina.
Enzimas pectinolíticas comerciais são utilizadas no processamento de vinhos para
aumentar o rendimento do suco, facilitar a prensagem e a filtração e proporcionar uma
melhor clarificação do mosto e do vinho. No entanto, observou-se que essas enzimas
afetavam os teores de cadaverina e feniletilamina. Baixos teores dessas aminas foram
encontrados em vinhos adicionados de pectinases (MARTÍN-ÁLVAREZ et al., 2006).
Enzimas proteolíticas podem favorecer a formação de aminas pela liberação de
aminoácidos, que são os precursores de aminas biogênicas (SOUZA et al., 2005).
De acordo com GARDE-CERDÁN & ANCÍN-AZPILICUETA (2007), a adição de
SO
2
não afeta a formação de aminas biogênicas em vinhos durante a fermentação
alcoólica. No entanto, ela pode prevenir a formação de aminas biogênicas durante o
envelhecimento do vinho.
4.3. PREVENÇÃO DA FORMAÇÃO DE AMINAS EM VINHOS
Baseado nas informações descritas na literatura é possível produzir vinhos com
teores de aminas extremamente baixos. Para prevenir a formação de aminas biogênicas
em vinhos, a duração dos processos que incorporam aminoácidos ao mosto ou ao vinho,
tais como a maceração, deve ser reduzida a um mínimo. Outra forma de se prevenir a
formação de aminas biogênicas é a inibição do crescimento de bactérias ácido láticas
contaminantes e a inoculação de cepas de bactérias comerciais que são incapazes de
produzir aminas biogênicas (GLÓRIA & VIEIRA, 2007).
49
Além disso, outros fatores, como o pH e as características da uva relacionados a
sua safra, podem também desempenhar um papel crítico na biogênese de aminas e
devem ser portanto, levados em consideração (MARTÍN-ÁLVAREZ et al., 2006). Alguns
aditivos como o dióxido de enxofre podem ser usados para prevenir a formação de aminas
durante o envelhecimento (MARCOBAL et al., 2006). A utilização de uvas saudáveis e
menor emprego da fertilização nitrogenada no vinhedo também podem reduzir o acúmulo
de aminas no vinho (ANCÍN-AZPILICUETA et al., 2008).
50
MATERIAL E MÉTODOS
1. MATERIAL
1.1. AMOSTRAS
Foram utilizadas amostras de uvas da variedade Syrah fornecidas pelo Núcleo
Tecnológico EPAMIG Uva e Vinho, localizado na cidade de Caldas, MG. As uvas eram
provenientes de vinhedos manejados para colheita no período de inverno, com maturação
compreendida entre os meses de junho a agosto, em duas regiões de Minas Gerais:
Pirapora, no vale do São Francisco e Três Corações, no sul do estado.
Três Corações está situada nas coordenadas 21°41’S e 45°15’O a uma altitude de
865 m. A região caracteriza-se por clima temperado quente (Cwa). A época mais seca,
com duração de três a quatro meses, coincide com o inverno, comportando pelo menos
um mês com precipitação, em média, inferior a 60 mm (TONIETTO et al., 2006).
Pirapora está localizada no norte de Minas Gerais nas coordenadas 17°21’S e
44°55’O, a uma altitude de 505 m. A região caracteriza-se por clima regional tropical
úmido (Aw), com estação seca durante o inverno (TONIETTO et al., 2006).
Os dados climáticos de Três Corações foram tomados na estação meteorológica de
Lambari (MG) e os de Pirapora foram obtidos na estação meteorológica local.
A área experimental era composta por 300 plantas, com espaçamento de 2,5 x
1,5 m, em vinhedo não irrigado no suporte espaldeira em Três Corações e espaçamento
de 2,8 m entre ruas e 1,5 m entre plantas com irrigação por gotejo uma vez por semana
nos suportes espaldeira e dupla cortina de Geneva (GDC) em Pirapora.
Os vinhedos foram implantados com mudas da cultivar Syrah, clone 747 do
“Etablissement National Technique pour l’Amélioration de la Viticulture – Institut National
de la Recherche Agronomique” (ENTAV INRA
) enxertada sobre o porta-enxerto ‘1103
Paulsen’. As plantas foram conduzidas em duplo cordão esporonado com uma poda de
formação de ramos em setembro, e a poda de produção no mês de janeiro, conforme
metodologia preconizada para a dupla poda por REGINA et al. (2006a). Após a poda,
aplicou-se cianamida hidrogenada (Dormex®) por pincelamento direto nas gemas, na
dosagem de 5% do produto comercial.
51
As uvas foram amostradas quinzenalmente durante o período de final de coloração
das bagas (pintor) e colheita na safra de 2008.
As amostras consistiram de três lotes de 70 bagas (total de 210 bagas) coletadas
de forma aleatória na área experimental. No laboratório de análise de produtos vegetais
do Núcleo Tecnológico EPAMIG Uva e Vinho as bagas foram esmagadas manualmente
para a extração do mosto, sendo que as cascas e as sementes de 100 bagas também
foram separadas e reservadas para análise. O material foi congelado em Nitrogênio liquido
e armazenado a -20ºC.
1.2. REAGENTES
Os reagentes e solventes utilizados foram de grau analítico, exceto aqueles
empregados nas análises cromatográficas, que eram de grau cromatográfico. Toda a
água utilizada era ultrapura obtida do Sistema Milli-Q Plus (Millipore Corp., Milford, MA,
EUA). Padrões das aminas histamina (HIM, dicloridrato), tiramina (TIM, cloridrato),
triptamina (TRM, cloridrato), cadaverina (CAD, dicloridrato), putrescina (PUT, dicloridrato),
serotonina (SRT, cloridrato), 2-feniletilamina (FEM, cloridrato), agmatina (AGM, sal
sulfato), espermina (EPM, tetracloridrato) e espermidina (EPD, tricloridrato) foram
adquiridos da Sigma, St Louis, MO, EUA. O agente de derivação orto-ftalaldeído (OPA)
também foi adquirido da Sigma.
1.3. SOLUÇÕES PADRÃO
As soluções estoque das aminas foram preparadas por diluição do padrão de cada
amina separadamente em ácido clorídrico 0,1 mol/L. Considerou-se a massa da base livre
(sem a utilização da massa de cloreto ou sulfato) para resultar numa concentração de
1 mg/mL de cada amina. A partir de alíquotas de 1 mL de cada uma das soluções
individuais, obteve-se 10 mL de solução padrão contendo as dez aminas, numa
concentração final de 100 µg/mL.
Todas as soluções foram acondicionadas em tubos hermeticamente fechados,
identificadas e armazenadas sob refrigeração para a realização das análises.
52
2. MÉTODOS
2.1. ESTUDO DA INFLUÊNCIA DA REGIÃO NA EVOLUÇÃO DAS CARACTERÍSTICAS
FÍSICO-QUÍMICAS E DAS AMINAS BIOATIVAS EM UVAS SYRAH
As uvas foram cultivadas em Pirapora e Três Corações e conduzidas em sistema
espaldeira. Durante o período de maturação foram coletadas amostras quinzenais nos
quatro quadrantes do cacho distribuídos de forma aleatória em todo o vinhedo nas duas
regiões produtoras. A primeira amostragem foi realizada no dia 30/05/2008 em Três
Corações e 08/07/2008 em Pirapora.
Os mostos foram obtidos por prensagem manual das bagas, foram analisados
quanto ao pH, teores de sólidos solúveis totais e acidez total titulável no laboratório de
análise de produtos vegetais do Núcleo Tecnológico EPAMIG Uva e Vinho. Os mostos
foram também analisados quanto aos teores de aminas bioativas no Laboratório de
Bioquímica de Alimentos da Faculdade de Farmácia - UFMG. As cascas e sementes
foram analisadas somente quanto aos teores de aminas bioativas.
2.2. ESTUDO DA INFLUÊNCIA DOS SISTEMAS DE CONDUÇÃO NA EVOLUÇÃO DAS
CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS E DAS AMINAS BIOATIVAS EM UVAS
SYRAH
Para o estudo da influência do sistema de condução as uvas foram cultivadas na
mesma região, Pirapora, e submetidas aos sistemas de condução em espaldeira e dupla
cortina de Geneva (GDC). Foram coletadas amostras quinzenais durante o
amadurecimento das bagas na safra de 2008.
Os mostos foram analisados quanto ao pH, teores de sólidos solúveis totais, acidez
total titulável e teores de aminas bioativas. As cascas e sementes foram analisadas
quanto aos teores de aminas bioativas.
53
2.3. ESTUDO DA CORRELAÇÃO ENTRE OS TEORES DE AMINAS BIOATIVAS E AS
CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DOS MOSTOS
Os teores de aminas foram correlacionados entre si e com as características físico-
químicas dos mostos utilizando-se a correlação de Pearson, a 5% de significância. Os
cálculos foram realizados com o auxílio do programa Minitab versão 14.
2.4. MÉTODOS DE ANÁLISE
2.4.1. Determinação dos teores de sólidos solúveis
Os teores de sólidos solúveis do mosto foram obtidos a partir da leitura direta em
refratômetro digital portátil Atago modelo Pal-1 (BRASIL, 2005).
2.4.2. Determinação da acidez total titulável
Alíquotas de 10 mL de mosto foram tituladas com solução de hidróxido de sódio
0,1N de título conhecido até obtenção de coloração rosa do indicador fenolftaleína 1%
(BRASIL, 2005).
A acidez total foi calculada pela seguinte fórmula:
Acidez total (meq/L) = 1000 x n x N x fc
V
sendo:
n = volume da solução de hidróxido de sódio gasto na titulação, em mL,
N = normalidade da solução de hidróxido de sódio,
V = volume da amostra em mL,
fc = título do hidróxido de sódio.
2.4.3. Determinação do pH
O pH do mosto foi determinado utilizando um potenciômetro digital (Micronal
modelo B 474) calibrado com soluções tampão de pH 4,0 e 7,0 a 20 °C (BRASIL, 2005).
54
2.4.4. Determinação das aminas bioativas
Os mostos foram prensados, centrifugados e o sobrenadante utilizado para análise
após filtração.
As aminas das sementes e das cascas foram extraídas segundo metodologia
adaptada de SHIOZAKI et al. (2000). Foram pesadas 2 g das sementes e estas foram
trituradas com o auxílio de gral e pistilo. Adicionou-se 5 mL de solução de acido
tricloroacético (TCA) a 5% e a mistura foi homogeneizada em mesa agitadora (TE-140,
Tecnal, Piracicaba, SP) por 3 minutos. O extrato foi centrifugado a 12.500 x g a 4
o
C por
10 minutos em centrífuga refrigerada (MR23i, Jouan SA, Saint Herblain, França) e o
sobrenadante foi filtrado em papel Whatman nº 1. As etapas de adição de ácido, agitação
e centrifugação foram repetidas por mais duas vezes e os filtrados obtidos foram
combinados.
Para a extração das aminas presentes nas cascas, pesou-se 5 g das cascas.
Adicionou-se 7 mL de solução de TCA 5% e a mistura foi homogeneizada na mesa
agitadora por 3 minutos. O extrato foi separado na centrífuga refrigerada (12.500 x g a
4
o
C por 10 minutos) e o sobrenadante filtrado em papel Whatman nº 1. As etapas de
adição de ácido, agitação e centrifugação foram repetidas por mais duas vezes e os
filtrados foram combinados.
Dez aminas bioativas foram pesquisadas, dentre elas, espermidina, espermina,
putrescina, agmatina, cadaverina, serotonina, histamina, tiramina, triptamina e
feniletilamina. A metodologia utilizada para a separação, detecção e quantificação das
aminas foi a cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE) por pareamento de íons em
coluna de fase reversa, validada por SABAINI (2009). As amostras foram filtradas
imediatamente antes da injeção, utilizando-se membrana HAWP de 13 mm de diâmetro e
0,45 µm de tamanho do poro (Millipore, Corp., Milford, MA, EUA). Para a separação das
aminas foram empregadas duas fases móveis: fase móvel A, solução tampão contendo
acetato de sódio 0,2 mol/L e octanossulfonato de sódio 15 mmol/L, com pH ajustado para
4,9 com ácido acético glacial; e fase móvel B – acetonitrila. Estas soluções foram filtradas
previamente em membranas com poro de 0,45 µm, do tipo HAWP para a fase A e HVLP
para a B (VALE & GLÓRIA, 1997).
A quantificação foi feita por fluorimetria utilizando 340 e 445 nm de excitação e
emissão, respectivamente, após derivação com o-ftalaldeído (VALE & GLÓRIA, 1997). A
55
derivação pós-coluna foi realizada por meio de uma câmara de mistura instalada após a
saída da coluna em um tubo de teflon de 2 m de comprimento conectando a câmara de
mistura ao detector de fluorescência. A solução derivante, preparada diariamente e
mantida sob abrigo da luz, consistiu de 0,2 g de o-ftalaldeído dissolvido em 3 mL de
metanol, diluídos em solução de 25 g de ácido bórico e 22 g de hidróxido de potássio para
500 mL de água (pH 10,5 a 11,0). Foram adicionados a esta solução 1,5 mL de Brij 35 e
1,5 mL de mercaptoetanol.
A identificação das aminas foi feita por comparação entre os tempos de retenção
dos picos encontrados nas amostras com os das aminas da solução padrão. As soluções
padrão foram analisadas intercaladas às amostras.
A quantificação de aminas foi feita por interpolação em curva padrão externa e
estes valores foram multiplicados pelo fator de correção correspondente a cada amina
(VALE & GLÓRIA, 1997).
2.5. ANÁLISE ESTATÍSTICA
Os resultados obtidos foram submetidos a analise de variância, sendo as médias
comparadas pelo teste F a 5% de significância.
Os coeficientes de correlação de Pearson foram obtidos com o auxílio do programa
estatístico Minitab versão 14. O nível de significância utilizado foi de 5%.
56
RESULTADOS E DISCUSSÃO
1. CONDIÇÕES CLIMÁTICAS DURANTE O CULTIVO DA UVA
As condições climáticas observadas em Três Corações e Pirapora durante o
período experimental são apresentadas na Figura 7. Observou-se em Três Corações, no
inverno de 2008, que as temperaturas máximas variaram entre 24,2 a 27,5 °C e as
temperaturas mínimas estiveram entre 4,2 a 8,4 °C, sendo que a precipitação média foi
25,3 mm.
Na região de Pirapora, no inverno de 2008 as temperaturas máximas apresentaram
variação entre 30,0 a 32,1 °C, registrando-se variação entre 12,1 a 15,3 °C para as
temperaturas mínimas, sendo que a precipitação média foi 0,1 mm. Estas temperaturas
foram superiores às observadas por CONCEIÇÃO & TONIETTO (2005) em julho de 2005,
quando foram verificadas temperatura máxima de 28,2 °C
e mínima de 12,2 °C em
Pirapora.
Baseado nestes dados, a região de Pirapora, quando comparada a Três Corações,
apresentou temperaturas mais elevadas, e praticamente ausência de precipitação.
Entretanto, maior amplitude térmica foi registrada em Três Corações nos meses de junho
e julho.
De acordo com TONIETTO & MANDELLI (2009), o clima possui forte influência
sobre a videira, sendo importante na definição das potencialidades das regiões para a
cultura. O clima interage com os demais componentes do meio natural, em particular com
o solo, bem como com a cultivar e com as técnicas de cultivo da videira.
A temperatura é um fator que afeta de forma significativa o rendimento e a
qualidade da uva. A riqueza em açúcares da uva madura encontra-se diretamente
relacionada com a insolação, ou seja, a intensidade e a duração das radiações luminosas
sobre as folhas e os cachos (MOTA et al., 2006).
57
0
5
10
15
20
25
30
35
40
nov/07 fev/08 jun/08 set/08 dez/08
Temperatura (
o
C)
0
50
100
150
200
250
300
350
Precipitação pluviométrica (mm)
Temp. máxima Temp. mínima Precipitação A
0,0
5,0
10,0
15,0
20,0
25,0
30,0
35,0
40,0
nov/07 fev/08 jun/08 set/08 dez/08
Temperatura (
o
C)
0,0
50,0
100,0
150,0
200,0
250,0
300,0
350,0
Precipitação pluviométrica (mm)
Temp. máxima Temp. mínima Precipitação
B
Figura 7. Dados médios mensais de temperatura máxima e mínima e precipitação
observados em 2008, nas estações meteorológicas de Lambari (A) e de Pirapora
(B).
58
2. INFLUÊNCIA DA REGIÃO DE CULTIVO
2.1. INFLUÊNCIA DA REGIÃO DE CULTIVO NOS TEORES DE AMINAS E NAS
CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DO MOSTO
2.1.1. Características físico-químicas do mosto
Observou-se nas duas regiões uma diferença no tempo necessário para a
maturação das uvas Syrah conforme demonstrado nas Figuras 8, 9 e 10. Este período foi
maior em Três Corações (88 dias) do que em Pirapora (55 dias). A duração da maturação
da uva em Três Corações situa-se próxima aos valores encontrados por FAVERO et al.
(2008), que relataram, para a cv. Syrah, conduzida em ciclo de inverno em Três Corações,
um período de maturação de 94 e 86 dias, para os anos de 2005 e 2006, respectivamente.
2.1.1.1. Sólidos solúveis totais
Os teores de sólidos solúveis totais do mosto durante a maturação são
apresentados na Figura 8. O perfil das curvas de evolução dos teores de sólidos solúveis
totais foi diferente nas duas regiões. Em Três Corações ocorreu um aumento linear na
concentração de sólidos solúveis. Este comportamento está relacionado às
características fisiológicas durante o desenvolvimento da baga pois, somente a partir da
fase de início da maturação, é que ocorre uma modificação metabólica na translocação do
açúcar, ocasionando, desta forma, um grande acúmulo deste componente nas bagas
(SATO et al., 2009).
Em Pirapora, a curva dos teores de sólidos solúveis totais ajustou-se melhor à
regressão cúbica, sendo que na época da colheita houve menor acúmulo de sólidos
solúveis. Segundo BLOUIN & GUIMBERTEAU (2004), próximo à colheita as bagas
continuam acumulando açúcar, porém mais lentamente e, dependendo das condições
climáticas, o teor de açúcar pode diminuir, pois este tende a se direcionar para outras
partes das plantas onde será armazenado, como por exemplo, nos tecidos lenhosos.
No momento da colheita, o mosto obtido das uvas cultivadas em Três Corações
apresentou teores de sólidos solúveis de 22,13 °Brix, significativamente superior (p < 0,05)
ao obtido nas uvas cultivadas em Pirapora, que foi de 20,83 °Brix (Tabela 7).
59
SST (Três Corações) = 0,0603x + 16,606
R
2
= 0,951
SST (Pirapora) = 0,0001x
3
- 0,0135x
2
+ 0,5115x + 14,582
R
2
= 0,978
10,00
14,00
18,00
22,00
26,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
SST (
o
Brix)
Três Corações
Pirapora
Figura 8. Evolução nos teores de sólidos solúveis totais dos mostos de uva cv.
Syrah cultivada em Três Corações e Pirapora durante a maturação, na safra de
2008.
De acordo com JACKSON & LOMBARD (1993), temperaturas mais quentes quase
invariavelmente resultam em uvas com teores de açúcares maiores, o que não foi
confirmado neste estudo. Apesar da região de Pirapora apresentar o clima mais quente, o
teor de açúcar foi superior em Três Corações. Entretanto, o vinhedo de Três Corações foi
conduzido sem irrigação, o que pode ter levado a maior desidratação das bagas e
conseqüente aumento no teor de sólidos solúveis por concentração do mosto. MOTA et
al. (2009) verificaram no mesmo vinhedo em Três Corações, teores menores de açúcares:
18,24 e 20,66 °Brix nas safras de inverno de 2005 e de 2006, respectivamente.
Tabela 7. Teores de sólidos solúveis totais (SST), acidez total e pH no mosto proveniente
das bagas da videira Syrah cultivadas em Três Corações e Pirapora, na data da colheita
(safra de 2008)
Característica avaliada * Local de
cultivo
SST (°Brix) Acidez total (meq/L)
pH
Três Corações
22,13 ± 0,15 a 94,00 ± 1,73 a 3,68 ± 0,01 a
Pirapora
20,83 ± 0,46 b 72,00 ± 1,00 b 3,62 ± 0,02 b
*
Médias (± desvio padrão) seguidas de mesma letra em cada coluna não diferem entre si, pelo teste F, a
5% de probabilidade.
60
2.1.1.2. Acidez total
Em relação à acidez total (Figura 9), ocorreu redução nos teores com a evolução da
maturação da uva, nas duas regiões. No início da maturação, a acidez total é elevada e
com o decorrer do tempo ocorre uma redução acentuada, principalmente devido à
degradação do ácido málico. Nas duas regiões, as curvas ajustaram-se melhor à
regressão de segundo grau. Entre os fatores que determinam a redução da acidez total
durante a maturação destacam-se a diluição dos ácidos orgânicos devido ao aumento do
tamanho da baga, a migração de bases, principalmente das raízes, e conseqüente
neutralização dos ácidos orgânicos e a respiração celular (RIZZON et al., 2000).
AT (Pirapora) = 0,0644x
2
- 6,303x + 226,12
R
2
= 0,997
AT (Três Corações) = 0,0154x
2
- 2,459x + 193,56
R
2
= 0,975
60,00
110,00
160,00
210,00
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
Tempo após pintor (dias)
AT (meq/L)
Três Corações
Pirapora
Figura 9. Evolução na acidez total dos mostos de uva cv. Syrah cultivada em Três
Corações e Pirapora durante a maturação, na safra de 2008.
A acidez total no mosto das uvas de Três Corações foi significativamente maior
(p<0,05) que o de Pirapora (94 comparado a 72 meq/L), na época da colheita (Tabela 7).
Esse resultado está de acordo com o fato de que, em geral, a videira em climas quentes
fornece mostos pobres em acidez (MOTA et al., 2006). Em estudo realizado na Itália, DEL
PRETE et al. (2009) relataram valores de acidez total de 104 e 97 meq/L, nas safras de
2004 e 2005, respectivamente, para a cultivar Syrah. Esses teores de acidez são
próximos ao encontrado em Três Corações (94 meq/L).
61
2.1.1.3. pH
Verificou-se um aumento linear no pH do mosto das uvas nas duas regiões (Figura
10). Segundo MANFROI et al. (2004), este resultado deve-se à diminuição nas
concentrações dos ácidos tartárico e málico, à salificação dos ácidos orgânicos e ao
aumento do cátion potássio. O mosto das uvas de Três Corações apresentou valor de pH
significativamente superior (p<0,05) ao de Pirapora (3,68 comparado a 3,62), na data da
última amostragem (Tabela 7). Este resultado não é concordante com a maior acidez
encontrada em Três Corações. Entretanto, o teor de potássio também poderia afetar o
valor de pH, ou seja, o maior valor de pH encontrado em Três Corações pode ser devido a
uma maior concentração deste mineral nas uvas provenientes desta região.
pH (Três Corações) = 0,0082x + 2,946
R
2
= 0,985
pH (Pirapora) = 0,0146x + 2,8364
R
2
= 0,997
2,50
3,00
3,50
4,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
pH
Três Corações
Pirapora
Figura 10. Evolução no pH dos mostos de uva cv. Syrah cultivada em Três
Corações e Pirapora durante a maturação, na safra de 2008.
A taxa de aumento do pH foi maior para as uvas cultivadas em Pirapora (0,015/dia)
em relação as uvas de Três Corações (0,008/dia). A maior velocidade apresentada em
Pirapora pode constituir uma característica importante, uma vez que menor período de
tempo seria necessário para se atingir o pH final, sendo essencial a avaliação conjunta de
todas as outras características das uvas.
62
2.1.2. Teores de aminas bioativas no mosto
Dentre as dez aminas pesquisadas, foram encontradas no mosto de uvas Syrah
cultivadas em Pirapora e Três Corações apenas a putrescina, a espermidina e a
espermina. Em todas as datas avaliadas foram detectadas a putrescina e a espermidina.
Entretanto, a espermina foi detectada apenas em algumas datas (Tabela 8). A presença
destas três aminas em uvas já havia sido descrita na literatura (GENY et al., 1997b;
SHIOZAKI et al., 2000; BOVER-CID et al., 2006; BAUZA et al., 2007). A putrescina e a
espermidina também foram detectadas em uvas por SASS-KISS et al. (2000) e KISS et al.
(2006). DEL PRETE et al. (2009) relataram a presença de putrescina em mostos de uvas
Syrah nas safras de 2004 e 2005 em estudo conduzido na Itália.
Tabela 8. Teores de espermina (mg/L) detectados nos mostos de uvas Syrah cultivadas
em Três Corações e Pirapora na safra de 2008
Amostragem Teores de espermina (mg/L) em mosto de uva cv Syrah de
Três Corações Pirapora
Início da maturação (dia 0)
0,88 ± 0,00
nd
14 dias
0,54 ± 0,02 0,37 ± 0,01
Colheita
0,56 ± 0,02 0,40 ± 0,01
nd – não detectado
A evolução dos teores da putrescina e espermidina encontradas nos mostos
provenientes das uvas de Três Corações e Pirapora durante a maturação está indicada na
Figura 11. Os teores das aminas variaram nas duas regiões no decorrer da maturação,
ocorrendo flutuações nos mesmos. BAUZA et al. (2007) afirmaram que as diferenças
observadas nas concentrações das aminas podem ser explicadas pela complexidade dos
processos que ocorrem ao longo da maturação.
Observando a Figura 11A, percebe-se que a concentração máxima de putrescina
ocorreu no início da maturação, exceto em Pirapora, onde o teor mais elevado ocorreu na
data da colheita. Os teores de putrescina encontrados em Pirapora foram superiores aos
observados em Três Corações para todas as datas avaliadas. Os resultados obtidos
podem estar relacionados ao cultivo das uvas numa região mais seca, na qual não houve
63
precipitação nos meses de julho e agosto em Pirapora e as temperaturas foram mais
elevadas em relação a Três Corações (Figura 7). As temperaturas elevadas e o estresse
hídrico podem ter levado ao acúmulo de putrescina nas uvas.
Putrescina
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
3,00
3,50
4,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/L )
Três Corações
Pirapora
A
Espermidina
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
3,00
3,50
4,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/L)
Três Corações
Pirapora
B
Figura 11. Evolução nos teores (mg/L) de putrescina (A) e espermidina (B) nos
mostos de uvas Syrah cultivadas nas regiões de Três Corações e Pirapora na safra
de 2008.
Os teores de espermidina são apresentados na Figura 11B. Ao contrário da
putrescina, verificou-se que as concentrações de espermidina no mosto de uvas Syrah
64
colhidas ao longo da maturação em Três Corações foram superiores às encontradas em
Pirapora durante toda a maturação. As concentrações de espermina detectadas
encontram-se registradas na Tabela 8. Assim como a espermidina, os teores de
espermina foram maiores em Três Corações do que em Pirapora.
A poliamina espermidina encontra-se presente em teores elevados principalmente
em condições ideais de cultivo, promovendo boa produtividade. Por outro lado, em
condições adversas, a produção de espermidina é interrompida, ocorrendo acúmulo de
putrescina, a qual pode conferir um efeito negativo no sabor e aroma do vinho quando
presente em concentrações muito elevadas. De acordo com GARCIA-VILLAR et al.
(2007), aminas como a putrescina e a cadaverina podem modificar negativamente as
propriedades organolépticas dos vinhos. Desta forma, uma concentração elevada de
putrescina no mosto pode ser indesejável por contribuir com um flavor pútrido ao produto.
Segundo LOVAAS (1997), as poliaminas possuem efeitos antioxidantes, exercendo
proteção às células, incluindo membranas, ácidos nucléicos e ácidos graxos
polinsaturados contra danos oxidativos. Desta forma a presença de poliaminas no mosto
é desejável devido ao efeito antioxidante que estas apresentam.
Os resultados encontrados sugerem que as condições edafoclimáticas de Três
Corações comparadas às de Pirapora foram mais adequadas à produção da uva, pois os
mostos de Três Corações apresentaram maiores teores de poliaminas totais (soma dos
teores de espermidina e espermina) e menor teor de putrescina.
Os teores das aminas, no inicio da maturação e na época da colheita, das regiões
de Três Corações e Pirapora foram comparados, conforme apresentado na Tabela 9.
Observou-se que os teores de putrescina em amostras de Pirapora foram
significativamente superiores aos encontrados em Três Corações, tanto no inicio da
maturação quanto na época da colheita (p<0,05). Entretanto, os teores de espermidina e
espermina foram mais elevados nos mostos de Três Corações (p<0,05). Estas diferenças
indicam que os teores de putrescina, espermidina e espermina foram afetados pelas
condições edafoclimáticas. De acordo com MARTÍN-ÁLVAREZ et al. (2006), as diferentes
condições edafoclimáticas podem afetar os teores de aminoácidos livres e a microbiota da
uva, os quais podem influenciar a formação das aminas.
65
Tabela 9. Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) no mosto
das bagas da videira Syrah cultivadas em Três Corações e Pirapora na safra de 2008,
amostradas no inicio da maturação e colheita
Teores (mg/L)*
Local de cultivo
Putrescina Espermidina Espermina
Inicio da maturação
Três Corações
2,57 ± 0,01 b 3,70 ± 0,05 a 0,88 ± 0,00
Pirapora
3,12 ± 0,00 a 2,49 ± 0,00 b
nd
Colheita
Três Corações
1,37 ± 0,01 b 2,25 ± 0,06 a 0,56 ± 0,02 a
Pirapora
3,63 ± 0,04 a 1,69 ± 0,02 b 0,40 ± 0,01 b
*
Médias (± desvio padrão) seguidas de mesma letra em cada coluna não diferem entre si, pelo teste F, a
5% de probabilidade. nd – não detectado
2.2. INFLUÊNCIA DA REGIÃO DE CULTIVO NOS TEORES DE AMINAS BIOATIVAS
NA CASCA
Os teores das aminas bioativas encontrados ao longo da maturação nas cascas
das uvas Syrah cultivadas em Três Corações e Pirapora, na safra de 2008, são
apresentados na Figura 12. Foram detectadas as aminas putrescina, espermidina e
espermina em todas as amostras analisadas. Em ambas as regiões as concentrações das
aminas variaram ao longo do tempo de amadurecimento.
Os teores de putrescina nas duas regiões foram decrescendo durante a maturação
de acordo com o apresentado na Figura 12A. As concentrações de putrescina foram
superiores em Pirapora para todas as datas estudadas, assim como no mosto. Em
relação à espermidina, verificou-se uma elevação na concentração nos primeiros 14 dias e
posterior diminuição ao longo da maturação nas duas regiões conforme observado na
Figura 12B. No caso da espermina, entretanto, ocorreu um aumento do teor durante a
maturação, havendo uma redução do mesmo apenas no final do período estudado, sendo
que ambas as regiões apresentaram comportamento semelhante como pode ser
verificado na Figura 12C.
66
Putrescina
0,00
3,00
6,00
9,00
12,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
Três Corações
Pirapora
A
Espermidina
3,00
6,00
9,00
12,00
15,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
Três Corações
Pirapora
B
Espermina
2,00
5,00
8,00
11,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
Três Corações
Pirapora
C
Figura 12. Evolução nos teores (mg/kg) de putrescina (A), espermidina (B) e
espermina (C) nas cascas de uvas Syrah cultivadas nas regiões de Três Corações
e Pirapora na safra de 2008.
67
BAUZA et al. (2007) também detectaram putrescina, espermidina e espermina nas
cascas de uvas Syrah cultivadas no Vale do Rhone. Os autores observaram diminuição no
teor de putrescina, aumento no de espermina e variações nos teores de espermidina ao
longo do período de maturação.
Na Tabela 10 é mostrada a comparação das concentrações das aminas nas
cascas, no inicio da maturação e na época da colheita das uvas Syrah cultivadas em
ambas as regiões. A concentração de putrescina foi significativamente superior em
Pirapora, tanto no início da maturação quanto na época da colheita (p < 0,05), sendo este
o mesmo resultado encontrado para o mosto. Com relação aos teores de espermidina, no
início da maturação não houve diferença significativa entre os teores encontrados nas
duas regiões (p > 0,05), porém, na época da colheita este teor foi maior em Pirapora (p <
0,05). Não houve diferença significativa entre os teores de espermina encontrados nas
amostras de cascas de uvas das duas regiões, tanto no início da maturação quanto na
época da colheita (p > 0,05).
Tabela 10. Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) nas
cascas das bagas da videira Syrah cultivadas em Três Corações e Pirapora na safra de
2008, amostradas no início da maturação e colheita
Teores (mg/kg)*
Local de cultivo
Putrescina Espermidina Espermina
Início da maturação
Três Corações
5,39 ±
0,30 b
7,12 ±
0,25 a
3,20 ± 0,05 a
Pirapora
9,77 ± 0,04 a 7,32 ± 0,02 a 3,11 ± 0,46 a
Colheita
Três Corações
2,63 ± 0,12 b 5,77 ±
0,26 b
6,29 ±
0,17 a
Pirapora
8,62 ± 1,00 a 10,02 ± 0,27 a 7,10 ± 0,45 a
*
Médias (± desvio padrão) seguidas de mesma letra em cada coluna não diferem entre si, pelo teste F, a
5% de probabilidade.
A vinificação do vinho tinto geralmente é realizada na presença da casca e da polpa
da uva, logo, a putrescina dessas partes pode ser liberada para o mosto. Este fato
68
poderia explicar, pelo menos parcialmente, os níveis mais elevados desta amina presentes
nos vinhos tintos (BOVER-CID et al., 2006). A putrescina e a cadaverina possuem menor
atividade farmacológica do que as aminas aromáticas, no entanto, podem potencializar o
efeito tóxico da histamina, tiramina e feniletilamina, as quais podem estar presentes nos
vinhos (GLÓRIA, 2005).
Na busca por um vinho com menores teores de aminas, seria interessante que a
concentração de putrescina nas cascas não fosse muito elevada. Neste estudo as uvas
cultivadas em Três Corações apresentaram menores teores dessa amina, sugerindo a
possibilidade de se obter um vinho com menor teor de putrescina a partir das uvas desta
região.
2.3. INFLUÊNCIA DA REGIÃO DE CULTIVO NOS TEORES DE AMINAS BIOATIVAS
NA SEMENTE
Também foram pesquisados os teores de aminas bioativas nas sementes das uvas
Syrah cultivadas em Três Corações e Pirapora. Os resultados encontrados durante a
maturação estão indicados na Figura 13. Em todas as amostras de sementes analisadas,
assim como nas cascas, foram detectadas putrescina, espermidina e espermina nas duas
regiões.
A evolução dos teores de putrescina durante a maturação é mostrada na Figura
13A. Os teores de putrescina foram superiores nas sementes provenientes das uvas
cultivadas em Três Corações, em todas as datas avaliadas. Estes resultados divergem
daqueles encontrados para os mostos e as cascas, nos quais as concentrações de
putrescina foram maiores nas uvas cultivadas em Pirapora.
Os teores de espermidina também foram maiores nas sementes das uvas
cultivadas em Três Corações, em todas as datas avaliadas (Figura 13B). Entretanto, no
caso da espermina, as concentrações nas duas regiões foram semelhantes, com exceção
de duas amostras de Pirapora (31 e 55 dias) que apresentaram teores mais elevados do
que as amostras de sementes de Três Corações (Figura 13C).
69
Putrescina
2,00
5,00
8,00
11,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
Três Corações
Pirapora
A
Espermidina
10,00
13,00
16,00
19,00
22,00
25,00
0 20 40 60 80
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
Três Corações
Pirapora
B
Espermina
6,00
9,00
12,00
15,00
18,00
21,00
24,00
27,00
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
Três Corações
Pirapora
C
Figura 13. Evolução nos teores (mg/kg) de putrescina (A), espermidina (B) e
espermina (C) nas sementes de uvas Syrah cultivadas nas regiões de Três Corações e
Pirapora na safra de 2008.
70
Estes resultados estão de acordo com GENY et al. (1997b) que encontraram
putrescina, espermidina, espermina e diaminopropano em videiras cv. Cabernet
Sauvignon, sendo que os maiores teores foram de putrescina, espermidina e
diaminopropano. SHIOZAKI et al. (2000) e BAUZA et al. (2007) detectaram putrescina,
espermidina e espermina nas sementes de uvas. Entretanto, KISS et al. (2006)
encontraram além da putrescina e espermidina a cadaverina nas sementes de uvas.
Os teores de putrescina presentes nas sementes foram significativamente
superiores em amostras de Três Corações (Tabela 11), tanto no início da maturação
quanto na época da colheita (p<0,05), diferindo dos resultados encontrados para o mosto
e a casca. No início da maturação não houve diferença significativa entre os teores de
espermidina e espermina encontrados nas duas regiões (p > 0,05), entretanto na época da
colheita os teores das poliaminas foram maiores em Pirapora (p < 0,05).
Tabela 11. Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) nas
sementes das bagas da videira Syrah cultivadas em Três Corações e Pirapora na safra de
2008, amostradas no início da maturação e colheita
Teores (mg/kg)*
Local de cultivo
Putrescina Espermidina Espermina
Início da maturação
Três Corações
8,93 ± 0,57 a 12,58 ±
0,38 a
10,05 ±
0,24 a
Pirapora
5,58 ± 0,00 b 11,93 ± 0,46 a 9,16 ± 0,78 a
Colheita
Três Corações
5,25 ±
0,05 a
13,59 ±
0,44 b
15,04 ± 1,47 b
Pirapora
4,16 ± 0,24 b 17,31 ± 0,40 a 23,31 ± 1,32 a
*
Médias (± desvio padrão) seguidas de mesma letra em cada coluna não diferem entre si, pelo teste F, a
5% de probabilidade.
Em frutos, as sementes são geralmente um centro metabólico de fitormônios, de
modo que a influência das mesmas deve ser considerada nas discussões sobre o
desenvolvimento e a maturação de frutos. Uma vez que os fitormônios produzidos nas
sementes desempenham um papel importante no desenvolvimento do pericarpo, as
71
poliaminas produzidas nas sementes poderiam atuar de forma similar (SHIOZAKI et al.,
2000). Os autores também sugeriram que a putrescina poderia ser excretada das
sementes para o pericarpo das uvas.
Pode ter ocorrido uma maior migração de putrescina das sementes das uvas de
Pirapora para o pericarpo, o que explicaria o fato dos teores de putrescina, encontrados
nas sementes das uvas de Pirapora, serem inferiores aos de Três Corações, sendo que as
concentrações observadas nos mostos e nas cascas foram superiores.
3. INFLUÊNCIA DO SISTEMA DE CONDUÇÃO
3.1. INFLUÊNCIA DO SISTEMA DE CONDUÇÃO NOS TEORES DE AMINAS E NAS
CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DO MOSTO
3.1.1. Características físico-químicas do mosto
O tempo necessário para a maturação foi o mesmo (55 dias) tanto para as uvas
Syrah conduzidas em espaldeira, quanto para as uvas conduzidas em GDC, ambas
cultivadas na região de Pirapora na safra de 2008.
3.1.1.1. Sólidos solúveis totais
Na Figura 14 encontra-se representada a evolução dos teores de sólidos solúveis
totais nos dois sistemas de condução estudados. Observou-se que os dados ajustaram-
se melhor à regressão cúbica, com R
2
= 0,978 para o mosto proveniente de uvas
conduzidas em espaldeira e R
2
= 1,000 para o sistema de condução GDC. Ocorreu um
aumento nos teores de sólidos solúveis ao longo da maturação, sendo o incremento
superior nos primeiros 14 dias.
72
SST (GDC) = 0,0001x
3
- 0,0112x
2
+ 0,4203x + 15,2
R
2
= 1,000
SST (espaldeira) = 0,0001x
3
- 0,0135x
2
+ 0,5115x + 14,582
R
2
= 0,978
12,00
14,00
16,00
18,00
20,00
22,00
24,00
26,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
SST (
o
Brix)
espaldeira
GDC
Figura 14. Evolução nos teores de sólidos solúveis totais dos mostos de uva cv.
Syrah cultivada em Pirapora nos sistemas de condução em espaldeira e GDC,
durante a maturação, na safra de 2008.
No momento da colheita, os teores de sólidos solúveis totais dos mostos
provenientes das uvas conduzidas em GDC (21,16 °Brix) e em espaldeira (20,83 °Brix)
não diferiram significativamente entre si (p > 0,05) (Tabela 12). Pode-se afirmar, em
relação ao acúmulo de açúcares, que ambos os sistemas de condução promoveram
adequada exposição dos cachos aos raios solares.
Uma adequada exposição dos frutos à radiação solar é fator determinante para a
melhoria na composição da uva e no potencial qualitativo do vinho. A radiação solar na
região do cacho é mais importante durante a fase de maturação pelo seu efeito na
composição do mosto, na acidez total, pH e antocianinas (TODA et al., 1991). Segundo
MIELE & MANDELLI (2009), videiras com muita sombra produzem uva com teores mais
elevados de potássio, pH e ácido málico no mosto e mais baixos de açúcar, polifenóis,
antocianinas e monoterpenos.
73
Tabela 12. Teores de sólidos solúveis totais (SST), acidez total e pH no mosto
proveniente das bagas da videira Syrah conduzidas em espaldeira e GDC, na data da
colheita (safra de 2008)
Característica avaliada * Mosto de uva cv
Syrah conduzida em
SST (°Brix) Acidez total
(meq/L)
pH
Espaldeira
20,83 ± 0,46 a 72,00 ± 1,00 a 3,62 ± 0,02 b
GDC
21,63 ± 0,23 a 67,33 ± 1,15 b 3,78 ± 0,02 a
*
Médias (± desvio padrão) seguidas de mesma letra em cada coluna não diferem entre si, pelo teste F, a
5% de probabilidade.
3.1.1.2. Acidez total
Observou-se uma redução na acidez total (Figura 15) com a evolução da maturação
da uva nos dois sistemas de condução, sendo que as curvas ajustaram-se melhor à
regressão de segundo grau e apresentaram comportamento similar.
A acidez total no mosto de uvas conduzidas em espaldeiras foi significativamente
superior (p < 0,05) ao mosto de uvas conduzidas em GDC (72,00 comparado a 67,33
meq/L), no momento da colheita (Tabela 12).
AT (espaldeira) = 0,0644x
2
- 6,303x + 226,12
R
2
= 0,997
AT (GDC) = 0,035x
2
- 4,269x + 197,73
R
2
= 0,996
50,00
90,00
130,00
170,00
210,00
250,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
AT (meq/L)
espaldeira
GDC
Figura 15. Evolução na acidez total dos mostos de uva cv. Syrah cultivada em
Pirapora nos sistemas de condução em espaldeira e GDC, durante a maturação, na
safra de 2008.
74
3.1.1.3. pH
Em relação ao pH (Figura 16), verificou-se um aumento linear no mosto das uvas
provenientes de ambos sistemas de condução ao longo do amadurecimento. O valor final
do pH na época da colheita foi significativamente maior (p < 0,05) no mosto de uvas
conduzidas em GDC (3,78) quando comparado ao sistema espaldeira (3,62) (Tabela 12).
Segundo MIELE & MANDELLI (2009), o mosto de uvas conduzidas no sistema GDC tem
pH mais baixo em relação àquelas conduzidas em espaldeira. Os resultados encontrados
neste estudo não confirmaram a afirmativa dos autores.
As taxas de elevação do pH foram similares para os dois sistemas de condução,
sendo superior no sistema GDC (0,016/dia). Para as uvas conduzidas em espaldeira o
aumento médio foi de 0,015/dia.
pH (espaldeira) = 0,0146x + 2,836
R
2
= 0,997
pH (GDC) = 0,0159x + 2,836
R
2
= 0,981
2,50
3,00
3,50
4,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
pH
espaldeira
GDC
Figura 16. Evolução no pH dos mostos de uva cv. Syrah cultivada em Pirapora nos
sistemas de condução em espaldeira e GDC, durante a maturação, na safra de
2008.
75
3.1.2. Teores de aminas bioativas no mosto
Foram detectadas no mosto as aminas putrescina, espermidina e espermina, sendo
que em todas as datas avaliadas foram encontradas a putrescina e a espermidina.
Entretanto, a espermina foi detectada apenas em algumas datas (Tabela 13).
Tabela 13. Teores de espermina (mg/L) detectados nos mostos de uvas Syrah cultivadas
em Pirapora nos sistemas de condução em espaldeira e GDC na safra de 2008
Período da Amostragem Teores de espermina (mg/L) em mosto de uva cv Syrah
conduzida em
Espaldeira GDC
Início da maturação (dia 0) nd
0,59 ± 0,00
14 dias
0,37 ± 0,01 0,77 ± 0,07
Colheita
0,40 ± 0,01 0,85 ± 0,05
nd – não detectado
A evolução nos teores de putrescina e espermidina encontrados nos mostos
provenientes das uvas cultivadas em Pirapora nos dois sistemas de condução, durante a
maturação na safra de 2008, é apresentada na Figura 17. Observa-se que houve variação
nos teores destas aminas em ambos os sistemas de condução durante a maturação.
Os teores de putrescina foram superiores nas uvas conduzidas em GDC no
decorrer da maturação, exceto na data da colheita, na qual a concentração mais elevada
ocorreu nas uvas conduzidas em espaldeira (Figura 17A).
Na Figura 17B são apresentados os teores de espermidina. Assim como para a
putrescina, verificou-se que as concentrações de espermidina no mosto de uvas Syrah
conduzidas em GDC foram superiores às encontradas nas uvas cultivadas no sistema
espaldeira para todas as datas avaliadas. Os teores de espermina detectados estão
indicados na Tabela 13. As concentrações de espermina também foram maiores para o
sistema de condução em GDC em todas as datas estudadas.
76
Putrescina
1,50
2,00
2,50
3,00
3,50
4,00
4,50
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/L)
espaldeira
GDC
A
Espermidina
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
3,00
3,50
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/L )
espaldeira
GDC
B
Figura 17. Evolução nos teores (mg/L) de putrescina (A) e espermidina (B) nos
mostos de uvas Syrah cultivadas em Pirapora nos sistemas de condução em
espaldeira e GDC, durante a maturação, na safra de 2008.
As concentrações das aminas presentes nos mostos, oriundos de uvas conduzidas
em GDC e em espaldeira, no início da maturação e na época da colheita, foram
comparadas (Tabela 14). No início da maturação, verificou-se que não houve diferença
significativa nos teores de putrescina e de espermidina entre as amostras conduzidas em
GDC e espaldeira (p>0,05). Entretanto, na data da colheita, a concentração da putrescina
foi significativamente superior nos mostos provenientes de uvas conduzidas em espaldeira
e os teores de espermidina e espermina foram mais elevados nas amostras de uvas
conduzidas em GDC (p < 0,05).
77
Tabela 14. Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) no mosto
das bagas da videira Syrah cultivadas em Pirapora, conduzidas nos sistemas espaldeira e
GDC, na safra de 2008, amostradas no inicio da maturação e colheita
Teores (mg/L)* Sistema de
condução
Putrescina Espermidina Espermina
Início da maturação
Espaldeira
3,12 ± 0,00 a 2,49 ± 0,00 a
nd
GDC
3,21 ± 0,05 a 2,55 ± 0,01 a 0,59 ± 0,00
Colheita
Espaldeira
3,63 ± 0,04 a 1,69 ± 0,02 b 0,40 ± 0,01 b
GDC
3,36 ± 0,01 b 2,39 ± 0,03 a 0,85 ± 0,05 a
*
Médias (± desvio padrão) seguidas de mesma letra em cada coluna não diferem entre si, pelo teste F, a
5% de probabilidade. nd – não detectado
Os resultados encontrados indicam que o sistema de condução em GDC
apresentou perfil de aminas mais adequado à produção do vinho, quando comparado ao
sistema em espaldeira, pois, na data da colheita, os teores de poliaminas foram superiores
e o teor de putrescina inferior neste sistema.
Devido ao fato de Pirapora localizar-se em uma região de clima quente e seco,
deve-se evitar a exposição excessiva dos cachos aos raios solares para não ocorrer
aumento exagerado na temperatura das bagas, o que pode afetar a qualidade dos vinhos
(REGINA et al., 2006a). O sistema de condução em GDC pode ter propiciado maior
proteção dos cachos aos raios solares e promovido adequada insolação à planta, o que
resultou no perfil de aminas mais interessante.
3.2. INFLUÊNCIA DO SISTEMA DE CONDUÇÃO NOS TEORES DE AMINAS
BIOATIVAS NA CASCA
Foram detectadas nas cascas das uvas Syrah, cultivadas em Pirapora e
conduzidas nos sistemas espaldeira e GDC, a putrescina, a espermidina e a espermina
em todas as amostras analisadas (Figura 18). Nos dois sistemas de condução os teores
das aminas variaram durante a maturação das uvas.
78
Putrescina
6,00
8,00
10,00
12,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
espaldeira
GDC
A
Espermidina
4,00
7,00
10,00
13,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
espaldeira
GDC
B
Espermina
2,00
5,00
8,00
11,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
espaldeira
GDC
C
Figura 18. Evolução nos teores (mg/kg) de putrescina (A), espermidina (B) e
espermina (C) nas cascas de uvas Syrah cultivadas em Pirapora nos sistemas de
condução em espaldeira e GDC, durante a maturação, na safra de 2008.
79
A evolução das concentrações de putrescina apresentou modelo similar para
ambos os sistemas de condução (Figura 18A). Nos primeiros 14 dias, houve um aumento
nos teores de putrescina e posterior diminuição ao longo do amadurecimento. Em relação
à espermidina, assim como para a putrescina, observou-se evolução similar nos dois
sistemas de condução. Os teores de espermidina foram superiores no sistema espaldeira
em todas as datas avaliadas, exceto no momento da colheita, na qual os teores foram
semelhantes para os dois sistemas (Figura 18B).
No caso da espermina, as concentrações foram superiores também no sistema em
espaldeira, para todas as datas avaliadas, com exceção da última data de amostragem, na
qual a concentração foi superior no sistema GDC (Figura 18C).
A comparação dos teores das aminas nas cascas, no inicio da maturação e na
época da colheita das uvas cultivadas em ambos os sistemas de condução, está
representada na Tabela 15. No inicio da maturação, os teores de putrescina e
espermidina foram significativamente superiores no sistema em espaldeira (p < 0,05),
entretanto, não houve diferença significativa nos teores de espermina entre os dois
sistemas de condução. Na época da colheita, as concentrações de putrescina e
espermidina não diferiram significativamente entre os sistemas de condução em
espaldeira e GDC, porém o teor de espermina foi maior no sistema de condução GDC.
Tabela 15. Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) nas
cascas das bagas da videira Syrah cultivadas em Pirapora, conduzidas nos sistemas
espaldeira e GDC, na safra de 2008, amostradas no inicio da maturação e colheita
Teores (mg/kg)* Sistema de
condução
Putrescina Espermidina Espermina
Início da maturação
Espaldeira
9,77 ± 0,04 a 7,32 ± 0,02 a 3,11 ± 0,46 a
GDC
7,33 ± 0,34 b 5,49 ± 0,15 b 2,57 ± 0,28 a
Colheita
Espaldeira
8,62 ± 1,00 a 10,02 ± 0,27 a 7,10 ± 0,45 b
GDC
7,98 ± 0,80 a 10,28 ± 0,12 a 10,40 ± 0,82 a
*
Médias (± desvio padrão) seguidas de mesma letra em cada coluna não diferem entre si, pelo teste F, a
5% de probabilidade.
80
Os resultados indicam que os sistemas de condução estudados não influenciaram
os teores de putrescina nas cascas das uvas no momento da colheita. Ambos os sistemas
apresentariam, portanto, o mesmo potencial em relação à possível liberação de putrescina
das cascas para o mosto.
3.3. INFLUÊNCIA DO SISTEMA DE CONDUÇÃO NOS TEORES DE AMINAS
BIOATIVAS NA SEMENTE
Nas sementes das uvas Syrah também foram detectadas putrescina, espermidina e
espermina nos sistemas de condução em espaldeira e GDC, em todas as amostras de
sementes analisadas conforme indicado na Figura 19.
As concentrações de putrescina durante a maturação foram semelhantes em
ambos os sistemas de condução. Apenas aos 30 dias de maturação o teor de putrescina
no sistema em GDC foi bastante superior ao de espaldeira, como pode ser observado na
Figura 19A. Os teores de espermidina e espermina, nos dois sistemas de condução,
também foram próximos em todas as datas avaliadas, exceto aos 14 dias de maturação,
quando os teores de espermidina e espermina foram superiores no sistema em GDC de
acordo com o representado nas Figuras 19B e 19C.
Os teores de putrescina, espermidina e espermina encontrados nos dois sistemas
de condução não diferiram significativamente (p > 0,05), tanto no início da maturação
quanto na época da colheita conforme apresentado na Tabela 16. O sistema de condução
não afetou os teores das aminas presentes nas sementes.
81
Putrescina
2,00
3,00
4,00
5,00
6,00
7,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
espaldeira
GDC
A
Espermidina
10,00
14,00
18,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
espaldeira
GDC
B
Espermina
8,00
12,00
16,00
20,00
24,00
0 10 20 30 40 50 60
Tempo após pintor (dias)
Concentração (mg/kg)
espaldeira
GDC
C
Figura 19. Evolução nos teores (mg/kg) de putrescina (A), espermidina (B) e
espermina (C) nas sementes de uvas Syrah cultivadas em Pirapora nos sistemas
de condução em espaldeira e GDC, durante a maturação, na safra de 2008.
82
Tabela 16. Teores de putrescina (PUT), espermidina (EPD) e espermina (EPM) nas
sementes das bagas da videira Syrah cultivadas em Pirapora, conduzidas nos sistemas
espaldeira e GDC, na safra de 2008, amostradas no inicio da maturação e colheita
Teores (mg/kg)* Sistema de
condução
Putrescina Espermidina Espermina
Início da maturação
Espaldeira
5,57 ± 0,00 a 11,93 ± 0,45 a 9,16 ± 0,78 a
GDC
5,76 ± 0,06 a 12,25 ± 0,40 a 9,24 ± 0,36 a
Colheita
Espaldeira
4,16 ± 0,24 a 17,31 ± 0,40 a 23,31 ± 2,73 a
GDC
4,23 ± 0,24 a 15,27 ± 0,74 a 23,94 ± 0,92 a
*
Médias (± desvio padrão) seguidas de mesma letra em cada coluna não diferem entre si, pelo teste F, a
5% de probabilidade.
4. CORRELAÇÃO ENTRE AS CARACTERÍSTICAS FÍSICO-QUÍMICAS DO
MOSTO E OS TEORES DE AMINAS PRESENTES
Foram calculados os coeficientes de correlação entre a concentração de sólidos
solúveis totais, a acidez, o valor de pH e os teores de putrescina, espermidina e espermina
do mosto das uvas cv. Syrah provenientes das regiões de Três Corações e Pirapora. Na
região de Três Corações não foi observada correlação significativa entre os teores de
aminas presentes e as características físico-químicas do mosto. No entanto, em Pirapora
observou-se correlação significativa apenas para a espermidina de acordo com o
apresentado na Tabela 17.
Tabela 17. Correlação entre o teor de espermidina presente e o teor de sólidos solúveis
totais (SST), a acidez total e o pH no mosto de uvas Syrah cultivadas em Pirapora
Coeficientes de correlação de Pearson
SST Acidez Total pH
Espermidina - 0,651*
P = 0,041
0,662*
P = 0,037
- 0,551
P = 0,099
Coeficientes de correlação seguidos de * são significativos a 5% de probabilidade.
83
A correlação positiva entre o teor de espermidina presente no mosto e acidez total
pode ser explicado pelo fato de que tanto a espermidina quanto a acidez total,
apresentaram uma tendência de redução ao longo da maturação das uvas. Em relação ao
teor de sólidos solúveis, verificou-se aumento neste parâmetro no decorrer da maturação,
ou seja, correlacionou-se negativamente com o teor de espermidina presente no mosto.
Também foi calculada a correlação entre os teores de aminas encontrados nas duas
regiões analisadas. Na região de Pirapora não se observou correlação significativa entre
as aminas presentes no mosto. Em Três Corações, foi encontrada correlação positiva
entres a putrescina e a espermidina presentes no mosto de acordo com o indicado na
Tabela 18.
Tabela 18. Correlação entre os teores de aminas presentes no mosto de uvas Syrah
cultivadas em Três Corações
Coeficiente de correlação
Putrescina Espermidina
Espermidina 0,891*
P = 0,017
Espermina 0,984
P = 0,116
0,996
P = 0,057
Coeficientes de correlação seguidos de * são significativos a 5% de probabilidade.
SOUFLEROS et al. (2007) também encontraram correlação significativa entre os
teores das aminas putrescina e espermidina presentes em vinhos. Esta correlação
positiva entre espermidina e putrescina sugere a influência de fatores comuns na
formação das mesmas. A putrescina é obrigatoriamente um intermediário na síntese de
poliaminas. Na síntese da espermidina, um grupo aminopropil derivado da metionina é
adicionado à putrescina, sendo este mesmo grupo adicionado à espermidina para formar a
espermina (GLÓRIA, 2005).
84
CONCLUSÕES
• As aminas putrescina, espermidina e espermina foram detectadas nos mostos, cascas
e sementes das uvas Syrah, cultivadas nas regiões de Três Corações e Pirapora,
sendo que os teores variaram ao longo do tempo de amadurecimento. A putrescina e
a espermidina foram encontradas em todas as amostras analisadas.
• A região de cultivo afetou os teores de aminas presentes nas uvas Syrah. Na data da
colheita, os teores de putrescina foram superiores nos mostos e nas cascas das uvas
cultivadas em Pirapora e nas sementes de Três Corações. Os teores de poliaminas
foram maiores nos mostos de Três Corações e nas cascas e sementes de Pirapora.
• Variação significativa das aminas em função do sistema de condução foi observada
nos mostos e nas cascas de uvas Syrah, na data da colheita e nas cascas, no início
da maturação.
• O teor de sólidos solúveis totais, a acidez total e o pH do mosto de uvas Syrah foram
influenciados pela região de cultivo e sistema de condução empregado, na data da
colheita.
• O teor de espermidina presente nas uvas de Pirapora apresentou correlação
significatica com o teor de sólidos solúveis totais e a acidez total. Os teores de
espermidina e putrescina detectados nas uvas de Três Corações apresentaram
correlação positiva significativa.
• Os resultados obtidos sugerem que a região de Três Corações foi a mais adequada à
produção de uvas Syrah.
• No geral o sistema GDC foi o mais indicado para a região de Pirapora.
85
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