( PDF ) Deficiência nutricional em três espécies florestais nativas brasileiras

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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO

CENTRO DE ENERGIA NUCLEAR NA AGRICULTURA

MARCELO LEANDRO FEITOSA DE ANDRADE

Deficiência nutricional em três espécies florestais nativas brasileiras

Piracicaba

2010

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MARCELO LEANDRO FEITOSA DE ANDRADE

Deficiência nutricional em três espécies florestais nativas brasileiras

Piracicaba

2010

Dissertação apresentada ao Centro de Energia

Nuclear na Agricultura, Universidade de São

Paulo, para obtenção do título de Mestre em

Ciências

Área de Concentração: Biologia na Agricultura e

no Ambiente

Orientador: Prof. Dr. Antonio Enedi Boaretto

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AUTORIZO A DIVULGAÇÃO TOTAL OU PARCIAL DESTE TRABALHO, POR QUALQUER

MEIO CONVENCIONAL OU ELETRÔNICO, PARA FINS DE ESTUDO E PESQUISA, DESDE

QUE CITADA A FONTE.

Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP)

Seção Técnica de Biblioteca - CENA/USP

Andrade, Marcelo Leandro Feitosa de

Deficiência nutricional em três espécies florestais nativas brasileiras / Marcelo

Leandro Feitosa de Andrade; orientador Antonio Enedi Boaretto. - - Piracicaba,

2010.

156 f.: il.

Dissertação (Mestrado – Programa de Pós-Graduação em Ciências. Área de

Concentração: Biologia na Agricultura e no Ambiente) – Centro de Energia Nuclear

na Agricultura da Universidade de São Paulo.

1. Árvores florestais 2. Deficiências minerais de plantas 3. Diagnose foliar 4.

Ecologia florestal 5. Fotossíntese 6. Microscopia eletrônica 7. Transpiração vegetal

I. Título

CDU 631.811:630*16

Há todos os membros de minha família,

em especial à minha mãe Ivanete Feitosa de Andrade,

ao meu padrasto José Carlos dos Santos,

pelo carinho, confiança e lutas diárias que tivemos juntos e unidos.

OFEREÇO E DEDICO

AGRADECIMENTOS

Ao meu orientado, Prof. Dr. Antonio Enedi Boaretto, não somente pela constante e necessária

orientação nesta dissertação, mas, sobretudo pelo convívio único dos maiores profissionais e

humanos, de postura ética e exemplar, verdadeiro, amigo e incentivador que já conheci.

Aliada a uma orientação pontual, consistente e honesta, este grande mestre me proporcionou

autonomia e grandes lições desde que cursava sua disciplina na graduação até o final do

desenvolvimento do meu mestrado. Tais atitudes contribuíram para minha aprendizagem

profissional e humana.

À todos aos colegas, amigos e professores do curso de graduação em Ciências Biológicas, da

Casa do Estudante Universitário (C.E.U) e dos Departamentos Ciências Biológicas, Ciências

Florestais, Sociologia, Licenciatura e Engenharia que realizei estágios na gloriosa

ESALQ/USP, com quem convivi e aprendi do início da minha graduação, em 2003, até o

último dia antes da minha decolagem para o Instituto Chico Mendes de Conservação da

Biodiversidade.

Ao colega do Laboratório de Nutrição Mineral de Plantas: Denis, José Lavres, Vivian,

Thiago, André, Miguel, Carlos, Amanda, Carolina, Henrique, Iracema, Adriana, Lilian,

Victor, Lúcia, Ademir e em especial aos colegas Leila Figueiredo, Juliana Nassin e Milton

Ferreira de Moraes sempre prestativos desde as conversas iniciais no laboratório, pela

incansável ajuda na montagem e na condução dos meus experimentos, coleguismo nas

dúvidas científicas, trocas de artigos científicos e outros, meu eterno muito obrigado

À todos os colegas do CENA, alunos da Pós-Graduação e funcionários

À bibliotecária chefe do CENA/USP, Marilia Ribeiro Garcia Henyei, pela revisão, correções e

sugestões na parte final desta dissertação

À Profa. Dra. Neusa de Lima Nogueira e Mônica pela disponibilidade, carinho e atenção nas

análises envolvendo a microscopia eletrônica de transmissão, dicas de técnicas laboratoriais e

de redação científica.

Ao Prof. Dr. Cássio Hamilton Abreu Júnior pela simpatia no convívio, total disponibilidade

em ajudar, profissionalismo e pela troca de experiências.

À Cleusa P. Cabral e a Henriqueta M. G. Fernandes pessoas especiais que me acompanhou

diariamente no laboratório e ao logo de todo meu trabalho, sempre prestativas e dispostas a

ajudar na condução do meu experimento e que me proporcionaram momentos agradáveis no

laboratório, aprendi muitíssimo com vocês e grande parte deste trabalho devo a vocês

Ao Prof. Dr. Eurípedes Malavolta (In Memoriam) uma eterna lenda para a ciência com quem

tive o prazer de conviver e aprender no Laboratório de Nutrição Mineral de Plantas do CENA.

Meu eterno muito obrigado a todos

RESUMO

ANDRADE, M. L. F. Efeito da deficiência nutricional em três espécies florestais nativas.

2010. 156 f. Dissertação (Mestrado) – Centro de Energia Nuclear na Agricultura,

Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2010.

A recuperação e a restauração florestal de ecossistemas degradados podem não acontecer das

maneiras desejadas, se houver carência nutricional ou suprimento inadequado de nutrientes às

plantas no estádio inicial de desenvolvimento de espécies florestais nativas. O objetivo da

presente investigação foi avaliar os efeitos da deficiência de nutrientes nas plantas na fase

inicial de desenvolvimento das espécies florestais nativas Schinus terebinthifolius Raddi

(aroeira-pimenteira), Cordia superba Cham. (baba-de-boi) e Cariniana estrellensis (Raddi)

Kintze (jequitibá-branco). Foram observadas as alterações ultra-estruturais e teciduais das

células do mesofilo das folhas, foi descrita a sintomatologia visual de deficiência nutricional,

foram feitas as determinações de teores de macro e micronutrientes, das taxas de assimilação

de gás carbônico e de transpiração, e as mensurações da altura e da produção de biomassa. O

experimento foi conduzido em casa de vegetação, em blocos ao acaso, com três repetições e

treze tratamentos para cada espécie, empregando a técnica de diagnose por subtração (-N, -P,

-K, -Ca, -Mg, -S, -B, -Cu, -Fe, -Mn, -Mo, -Zn), sendo que em um dos tratamentos, as espécies

nativas foram cultivadas em solução nutritiva completa, com todos os macros e

micronutrientes. Durante o experimento e em sua análise, foi observada a seqüência de

eventos que motivaram os sintomas de deficiência e a diminuição na produção de biomassa.

Sabe-se que falta de um nutriente provoca alteração molecular, o que alterou as ultra-

estruturas celulares das folhas que foram observadas por microscopia. Essas modificações

celulares provocaram alterações no tecido vegetal que induziram nas plantas os sintomas

visuais específicos de cada nutriente que foram descritos. Como efeito fisiológico da

deficiência nutricional, de forma geral, constataram-se diminuições nas taxas de fotossíntese e

de transpiração e, por conseguinte, na produção de biomassa. Estes resultados claramente

evidenciam o fato de que projetos de implantação de florestas ou de recuperação e restauração

de ecossistemas degradados por meio do plantio das três espécies florestais nativas, em solos

que necessitem de suplementação nutricional, poderão ter seu sucesso comprometido se não

houver complementação nutricional.

Palavras-chave: Sintomatologia de carência. Microscopia. Fotossíntese. Transpiração.

Seqüestro de carbono.

ABSTRACT

ANDRADE, M. L. F. Nutritional deficiency in three Brazilian native forest species. 2010.

156 f. Dissertação (Mestrado) – Centro de Energia Nuclear na Agricultura, Universidade de

São Paulo, Piracicaba, 2010.

The recovery and forest restoration of degraded ecosystems may not be occur as desired if

there is a nutritional deficiency or an inadequate supply of nutrients in the initial phase

development of native forest species. The objective of this research was to evaluate the

macronutrient and micronutrient deficiency effects on Brazilian native species young plants:

Schinus terebinthifolius Raddi, Cordia superba Cham. and Cariniana estrellensis (Raddi)

Kintze. Ultrastructural and tissue of the mesophyll cells of leaves changes were observed by

microscopy, the visual symptom of nutritional deficiencies were described, the nutrient

contents were analyzed, the carbon assimilation and transpiration rates were measured, the

plant heights and the biomass production were measured. The experiment was carried on a

greenhouse in a randomized block design with three replications and thirteen treatments for

each species, using the technique of diagnosis by subtraction (-N, -P, -K, -Ca, -Mg, -S, -B, -

Cu, -Fe, -Mn, -Mo, -Zn) and in one of the treatments the species were grown in a nutrient

solution with all macro and micronutrients. It was observed, during the experiment and its

analysis, a sequence of events that caused the visual symptoms and decreased the biomass

production. It is known that the nutrient deficiency causes molecular alterations, which

consequently led the changes in cellular ultrastructure of the leaves and they were observed

by microcopy. These cellular changes caused modifications in the foliar tissue, and the plants

showed specific visual symptoms of each nutrient, which they were described. As

physiological effect of nutritional deficiency, in general decreases the photosynthesis and

transpiration taxes, and consequently the biomass production were decreased. These results

clearly project that forest implantation or recovery and restoration of damaged ecosystems by

planting the three native species in soils that require nutritional supplementation may have its

success compromised if there is no a nutritional supplementation.

Keywords: Nutrient deficiency symptom. Microscopy. Photosynthesis. Transpiration. Carbon

sequestration.

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................. 10

2. HIPÓTESE .......................................................................................................................... 12

3. OBJETIVOS ....................................................................................................................... 12

3.1 Objetivo geral ................................................................................................................................. 12

3.2 Objetivos específicos ...................................................................................................................... 12

4. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA .......................................................................................... 13

4.1 A crescente a procura por projetos de recuperação e de restauração florestal de áreas

degradadas ............................................................................................................................................ 13

4.2 A fotossíntese e os nutrientes minerais ......................................................................................... 16

4.3 A nutrição mineral das espécies florestais nativas ...................................................................... 21

4.4 Caracterização das três espécies florestais nativas do estudo .................................................... 23

5. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................... 26

5.1 Técnica de carência e omissão de nutrientes minerais essenciais às plantas ............................ 27

5.2 Diagnose visual ............................................................................................................................... 29

5.3 Determinação da taxa de assimilação de gás carbônico e de transpiração ............................... 29

5.4 Preparo das amostras para a Microscopia Eletrônica de Transmissão e Óptica ..................... 33

5.5 Avaliações da altura e produção de biomassa seca ..................................................................... 38

5.6 Determinação dos teores de macronutrientes e micronutrientes ............................................... 38

5.7 Determinação do teor de carbono total via seca por combustão ................................................ 39

6. RESULTADOS E DISCUSSÃO ....................................................................................... 40

6.1 Efeito da deficiência nutricional nas ultra-estruturas e tecidos das folhas de jequitibá-branco

................................................................................................................................................................ 41

6.2 Diagnose visual e avaliação do teor dos nutrientes ..................................................................... 56

6.3 Efeito da deficiência nutricional na taxa de assimilação de gás carbônico e na transpiração de

jequitibá-branco ................................................................................................................................. 113

6.4 Efeito da deficiência nutricional na altura e produção de biomassa seca ............................... 137

6.5 Efeito da deficiência nutricional no estoque de carbono do caule de aroeira-pimenteira ..... 147

7. CONCLUSÕES ................................................................................................................. 148

8. CONSIDERAÇÕES FINAIS ........................................................................................... 151

REFERÊNCIAS ................................................................................................................... 152

1. INTRODUÇÃO

É crescente o aumento da preocupação social tanto ao destino das áreas degradadas,

quanto também ao destino dos fragmentos florestais remanescentes, de modo que atividades

de produção sem um planejamento ambiental adequado e que tenham como conseqüência a

degradação ambiental, estão fadadas a sanções cada vez mais restritivas não só no aspecto

legal, mas também na própria consolidação do mercado consumidor, que está cada vez mais

exigente.

A recuperação de áreas degradadas só recentemente adquiriu o caráter de uma área de

conhecimento, sendo denominada por alguns autores como ecologia da restauração, com

avanços muito promissores tanto para o sucesso dessa atividade, como para o conhecimento

científico da dinâmica desses ambientes degradados.

Desta forma, a implantação de florestas, a recuperação e a restauração de ecossistemas

degradados, por meio do reflorestamento com espécies florestais nativas, são algumas ações

que contribuem não somente como alternativa de manutenção da biodiversidade, para a

recuperação da função ambiental das áreas de preservação permanente e reserva legal, mas

também, para a redução da concentração do gás carbônico na atmosfera, pelo seqüestro

florestal de carbono.

Considerando isso, tem sido crescente a procura e incentivos por projeto de

recuperação e restauração de áreas degradadas por meio do reflorestamento com espécies

nativas. Todavia, as espécies florestais nativas têm exigências nutricionais e respostas ao

stress nutricional diferenciados e a complementação nutricional é um dos principais fatores

determinantes do sucesso de projetos de recuperação florestal (SORREANO, 2006). Além

disso, o suprimento inadequado de um nutriente mineral resulta em distúrbio nutricional que

se manifesta por sintomas de deficiência característicos. Tais distúrbios podem estar

relacionados às funções desempenhadas pelos nutrientes no metabolismo e o funcionamento

normal da planta (TAIZ; ZIEGER, 2004). Desta forma, a nutrição mineral é um fator

importante da fisiologia das árvores, uma vez que o suprimento adequado de certos elementos

minerais é essencial para o sucesso do crescimento das espécies nativas.

As plantas requerem oxigênio, água, dióxido de carbono, nitrogênio e outros nutrientes

necessários aos seus vários processos de síntese. Entre suas principais funções, os nutrientes

minerais são constituintes dos tecidos da planta, catalisadores em várias reações, reguladores

osmóticos, constituintes do sistema tampão e reguladores da permeabilidade da membrana

(KRAMER; KOSLOWSKI, 1960).

Pode-se inferir, deste modo, que a carência ou o suprimento inadequado de nutrientes

minerais, para espécies florestais nativas, pode comprometer o sucesso de projetos de

recuperação e de restauração florestal que utilizam espécies florestais nativas.

Na agronomia, conhecer as necessidades nutricionais das plantas, em cada estágio

fisiológico, constitui uma ferramenta importante para estabelecer as quantidades de nutrientes

a serem aplicadas através dos fertilizantes e, assim, obter as melhores produções.

O interesse de se conhecer as necessidades nutricionais das plantas, em cada estágio

fisiológico, se prende ao fato de se determinar as épocas em que os elementos são mais

exigidos e em que, portanto, a adubação deve fornecê-los, na possibilidade de corrigir as

eventuais deficiências nutricionais e na avaliação do estado nutricional, por se ter variação na

composição de órgãos diagnósticos (MALAVOLTA; VITTI; OLIVEIRA, 1997).

Atualmente, na área ambiental, mais precisamente na recuperação e restauração de

áreas degradadas, por meio do reflorestamento com espécies florestais nativas, a nutrição e

adubação destas espécies têm se apoiado, geralmente, no empirismo ou em recomendações de

outras culturas florestais, principalmente recomendações para adubação da espécie florestal

exótica, do gênero Eucaliptus, resultando na aplicação de quantidade insuficiente ou

excessiva de adubos e, portanto, numa nutrição desbalanceada.

Conhecer as épocas em que os elementos são mais exigidos e saber quais são os

sintomas de deficiência de determinado nutriente mineral são, sem dúvida, auxílios

importantes para corrigir deficiências nutricionais com a adubação quantitativamente e

qualitativamente correta.

Desta forma, haverá não somente economia de fertilizantes, mas também, os insumos

excedentes não causarão a contaminação do solo e dos aqüíferos que estarão próximos da

intervenção.

2. Hipótese

A deficiência de um nutriente pode comprometer o sucesso dos projetos de

recuperação florestal de áreas degradadas, de restauração florestal e de reflorestamento para

seqüestro de carbono, que utilizam para estes fins o plantio de espécies florestais nativas.

3. Objetivos

3.1 Objetivo geral

Avaliar os efeitos da deficiência de macronutriente e micronutrientes em plantas

jovens de Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-pimenteira), Cordia superba Cham. (baba-

de-boi) e Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze (jequitibá-branco), espécies florestais nativas

indicadas e usadas na recuperação de áreas degradadas, restauração florestal, e em projetos de

reflorestamento para seqüestro de carbono.

3.2 Objetivos específicos

Avaliar e discutir, as alterações ultra-estruturais e teciduais em folhas de Cariniana

estrellensis (Raddi) Kintze (jequitibá-branco) causadas pela deficiência de macronutrientes.

Realizar diagnose visual e determinar teores dos nutrientes nas plantas das três

espécies florestais nativas, além avaliar a taxa de assimilação de gás carbônico e de

transpiração Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze (jequitibá-branco).

Por fim, avaliar os parâmetros biométricos, incluindo a conseqüência da deficiência do

nutriente na altura e na produção de biomassa seca, além de determinar o teor de carbono no

caule de aroeira-pimenteira, para avaliar o estoque de carbono presente no caule destas

plantas.

Com isso, será possível avaliar como a ausência dos nutrientes minerais das plantas

pode comprometer o desenvolvimento vegetal das plantas das três espécies florestais deste

estudo.

4. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

4.1 A crescente a procura por projetos de recuperação e de restauração florestal de

áreas degradadas

A perda e degradação de hábitat, juntamente com a super exploração das florestas e a

introdução de espécies exóticas, são as maiores causas da extinção de espécies e, por

conseguinte, perda de biodiversidade no planeta.

Este declínio da biodiversidade vem preocupando a comunidade científica em todo o

mundo, sendo esta preocupação mais acentuada nos países tropicais, como o Brasil.

Se por um lado habitats tropicais contêm mais da metade das espécies da biota

mundial, por outro apresentam as mais altas taxas de degradação, resultando na extinção de

muitas espécies e, conseqüentemente, na perda irreversível da diversidade biológica

(WILSON, 1997).

Diante disso, a importância da restauração das áreas degradadas surge como

alternativa de manutenção da biodiversidade. Embora sua prática possa ser desencorajada

pelo lento desenvolvimento das florestas e pela complexidade de algumas formações

florestais, tem despertado grande interesse como uma ferramenta complementar à biologia da

conservação na preservação de espécies e comunidades ao redor do mundo (YOUNG, 2000) e

na manutenção da diversidade das comunidades florestais tropicais.

Mesmo que a restauração seja uma atividade muito mais custosa do que o simples

abandono das áreas degradadas à sucessão natural, sua prática possibilita várias vantagens,

tendo em vista que os reflorestamentos, principalmente quando feitos com espécies nativas,

podem servir como catalisadores da sucessão nas áreas restauradas.

Mas por que atualmente tem sido crescente a procura por projetos de recuperação e de

restauração de áreas degradadas por meio do reflorestamento com espécies nativas?

Respondendo a esta pergunta poderia ser dito inicialmente que a lei nº 6938, de 31 de

agosto de 1981, que dispõe sobre a Política Nacional do Meio Ambiente, salienta que esta

política tem por objetivo a preservação, a melhoria e recuperação da qualidade ambiental

propícia à vida, visando assegurar, no País, condições ao desenvolvimento sócio-econômico,

aos interesses da segurança nacional e à proteção da dignidade da vida humana, atendidos,

entre outros princípios, o da recuperação de áreas degradadas (BRASIL, 1981). Neste

contexto, o Código Florestal, lei nº 4771, 15 de setembro de 1965, traz também duas

importantes definições e obrigações que, caso a propriedade agrícola tenha áreas degradadas

por causa da ação antrópica, há obrigatoriedade de recuperá-las: as áreas de preservação

permanente - apos e a reserva legal (BRASIL, 1965).

As áreas de preservação permanente são áreas protegidas, cobertas ou não por

vegetação nativa, com a função ambiental de preservar os recursos hídricos, a paisagem, a

estabilidade geológica, a biodiversidade, o fluxo gênico de fauna e flora, proteger o solo e

assegurar o bem estar das populações humanas. São exemplos de áreas de preservação

permanente, as florestas e demais formas de vegetação natural, situadas ao longo dos rios ou

de outro qualquer curso d’água, nas nascentes, ou nos chamados "olhos d’água", no topo de

morros, montes, montanhas e serras; nas encostas ou partes destas com declividade superior a

45° equivalente a 100% na linha de maior declive; nas restingas, como fixadoras de dunas ou

estabilizadoras de mangues; nas bordas dos tabuleiros ou chapadas e em altitude superior a

1.800 (mil e oitocentos) metros, entre outras áreas assim declaradas por ato do Poder Público.

A reserva legal é uma área localizada no interior de uma propriedade ou posse rural,

excetuada a de preservação permanente, necessária ao uso sustentável dos recursos naturais, à

conservação e reabilitação dos processos ecológicos, à conservação da biodiversidade e ao

abrigo e proteção de fauna e flora nativas.

O tamanho da Reserva Legal é definido de forma diferenciada para as regiões do país,

sendo de 80%, em propriedade rural situada em área de floresta localizada na Amazônia legal;

de 35% na propriedade rural situada em área de cerrado localizado na Amazônia Legal, e de

20% na propriedade rural situada em área de floresta, campos gerais ou outras formas de

vegetação nativa localizada nas demais regiões do país.

Desta forma, caso a propriedade agrícola possua as áreas de preservação permanente e

de reserva legal degradadas, há obrigatoriedade de recuperá-las com a restauração de áreas

degradadas por meio do reflorestamento com espécies florestais nativas.

Com o aumento da certificação de propriedades agrícolas, onde são somente

certificados os produtos e subprodutos oriundos de propriedades agrícolas que estejam

ambientalmente corretas, ou seja, que principalmente tenham sua reserva legal constituída ou

que esteja no processo de restauração, os proprietários são forçados pela exigência do

mercado a realizarem a adequação ambiental em suas propriedades.

Além disso, atualmente, as análises temporal e espacial das mudanças do uso do solo e

o monitoramento do espaço agrícola, em muitas regiões, já estão sendo feitos com maior

freqüência, com o uso de técnicas de geoprocessamento, principalmente sistemas de

informações geográficas - SIG e fotointerpretação de fotografias aéreas e imagens de satélites,

pelos órgãos responsáveis pela fiscalização ambiental.

Neste sentido, os termos de ajustamento de conduta, que obriga os proprietários a

realizarem a adequação ambiental em suas propriedades agrícolas, estão se tornando mais

freqüentes, fazendo com que cresça a procura por projetos de recuperação e de restauração de

áreas degradadas por meio do reflorestamento.

Recentemente, projetos de implantação de florestas e de restauração florestal de áreas

degradadas para o “seqüestro de carbono” e permitir o superávit de “créditos de carbonos”

estão sendo requisitados e aplicados, pois são algumas ações que contribuem para a redução

da concentração do CO

na atmosfera. É sabido que o aumento das emissões dos gases do

efeito estufa e sua conseqüente contribuição para aquecimento global é um dos principais

problemas ambientais atuais. A principal causa do aumento do efeito estufa é o aumento na

atmosfera das concentrações de gases como gás carbônico, óxido nitroso e metano, que são

provenientes principalmente da queima de combustível fósseis, do desmatamento de florestas

e das atividades agropecuárias. Considerando isso, na Convenção do Clima de 1994, definiu-

se como seqüestro florestal de carbono à mitigação biológica, ou seja, à forma natural de

seqüestrar CO

pelos vegetais, por meio da fotossíntese, cujo processo permite fixar carbono

em forma de matéria lenhosa nas plantas (FUJIHARA; PARIS, 2005). A diminuição do

uso e a substituição de combustíveis fósseis, o fim do desmatamento das florestas nas áreas

tropicais e a restauração florestal de áreas degradadas são as principais alternativas para a

mitigação do rápido aumento do efeito estufa e, conseqüentemente, o aquecimento global.

O CO

é um dos mais importantes gases do efeito estufa, não só pelo volume de

emissão, como também por fazer parte de um ciclo onde é captado pelas plantas, pelo

processo de fotossíntese. Através deste processo, os organismos fotossintetizantes como, por

exemplo, as plantas, retiram o gás carbônico da atmosfera e incorporam-no em seus

compostos orgânicos, além de liberar gás oxigênio. São justamente esses compostos orgânicos

que farão parte da biomassa das espécies florestais, que será alvo deste futuro estudo.

Essa retirada de gás carbônico pelos organismos fotossintetizantes vegetais e

incorporação na biomassa dos vegetais é comumente conhecida como “seqüestro de carbono”,

termo que foi consagrado pela Conferência de Kyoto, em 1997 (SCARPINELLA, 2002).

Considerando isso, tem sido crescente a procura e incentivos por projeto de

recuperação de áreas degradadas por meio do reflorestamento com espécies nativas, visando o

seqüestro florestal de carbono.

4.2 A fotossíntese e os nutrientes minerais

A energia solar é, em última análise, a energia que sustenta a vida na Terra, sendo que

a fotossíntese é o único processo de importância biológica que pode converter esta energia em

substâncias disponível para os seres vivos.

Basicamente na fotossíntese, a planta usa a energia do sol para oxidar a água e, assim,

produzir oxigênio, e para reduzir o gás carbônico, produzindo compostos orgânicos,

principalmente açúcares.

A série completa de reações que culmina na redução do CO

inclui as reações nas

tilacóides e as reações de fixação de carbonos. As reações nas tilacóides produzem compostos

ricos em energia (ATP e NADPH), os quais são usados para a síntese de açúcares nas reações

de fixação de carbono. Esses processos de síntese ocorrem no estroma do cloroplasto, região

aquosa que circunda as tilacóides (TAIZ; ZIEGER, 2004; RAVEN, 1996; EPSTEIN;

BLOOM, 2006).

Neste contexto, em plantas superiores, o tecido fotossintético mais ativo é o mesofilo,

sendo que são nas células do mesofilo que estão os pigmentos especializados para a captação

da luz, as clorofilas. Logo, nutrientes envolvidos na composição a clorofila prejudicam a

principal função desta molécula: ser molécula chave para o processo de fotossíntese. Um

exemplo disso é o nitrogênio, nutriente exigido em grandes quantidades pelas plantas, e

absorvido pelas raízes, principalmente, na forma de nitrato e amônio (MARSCHNER, 1995).

A importância do nitrogênio nas plantas e nos demais organismos vivos deve-se

principalmente, porque esse elemento participa na composição de aminoácidos e proteínas. O

nitrogênio tem papel estrutural fazendo parte dos nucleotídeos, os quais formam os ácidos

nucléicos (DNA e RNA) na própria molécula de clorofila, bem como é constituinte de

amidas, coenzimas, hexoaminas, entre outros, participando também na formação de pontes de

hidrogênio estabilizando e dando a conformação apropriada às enzimas e aos ácidos nucléicos

(EPSTEIN; BLOOM, 2006). Além disso, o nitrogênio tem a importante função como ligante

de íons metálicos, principalmente na forma de anéis heterocíclicos, como por exemplo, na

clorofila. Dependendo da espécie de planta, do estádio de desenvolvimento e do órgão a

quantidade de nitrogênio para o crescimento ótimo varia entre 2 a 5 % do peso da planta

(KERBAUY, 2004).

Outro nutriente importante para o processo de fotossíntese e, por conseguinte, para o

desenvolvimento vegetal é o fósforo. Embora o fósforo seja pouco exigido pela planta, é um

dos nutrientes mais utilizados na adubação dos solos brasileiros. A falta deste nutriente é o

que mais restringe a produção agrícola no Brasil (PRADO; CASALI, 2006). Isso se deve uma

vez que o fósforo é componente de macromoléculas, como as responsáveis pela informação

genética e pela síntese protéica (DNA, RNA) e dos fosfolipídios, formadores da membrana

plasmática, bem como é constituinte da molécula de adenosina trifosfato – ATP, utilizada no

metabolismo energético das plantas, como os processos de absorção ativa e síntese de vários

compostos orgânicos (EPSTEIN; BLOOM, 2006; RAVEN, 1996). A participação da

composição destas moléculas energéticas faz com que o fósforo, mesmo requerido em

pequena quantidade, ser fundamental para o desenvolvimento celular vegetal e,

conseqüentemente, para o desenvolvimento morfológico e fisiológico vegetal. O DNA e o

RNA são importantes no armazenamento e transferência da informação genética,

respectivamente. Em ambos, o fosfato forma uma ponte entre as unidades de ribonucleosídeos

para formar as macromoléculas (TAIZ; ZIEGER, 2004).

O potássio também é um nutriente fundamental para o desenvolvimento vegetal. O

potássio, em termos gerais, é o segundo nutriente em exigência pelas culturas, não sendo tão

limitante no solo quanto o fósforo. Depois do fósforo, é o nutriente mais consumido pela

agricultura brasileira (PRADO; CASALI, 2006). Na planta, o potássio não é incorporado a

nenhum composto orgânico, permanecendo dentro do vegetal na forma iônica. Dessa forma

suas funções são estritamente regulatórias de processos fisiológicos. Entre essas funções são

citadas: ativação enzimática para um grande número de enzima, balanço de cátion/ânions,

abertura e fechamento dos estômatos, participação no controle das relações hídricas das

plantas, transporte de açúcares, síntese de proteína e produção de ATP (KERBAUY, 2004).

O cálcio possui papel estrutural, tendo em vista que este elemento está presente nos

pectatos de cálcio, componente da lamela média, e regula o metabolismo da planta. O cálcio

também atua como mensageiro secundário ativando uma proteína chamada calmodulina, a

qual, por sua vez, ativa uma série de enzimas (MALAVOLTA, 1980). No processo

metabólico, o cálcio afeta a atividade de hormônios e de enzimas, como os que regulam a

senescência e a abscisão das folhas e frutos (MALAVOLTA, 1980; MENGEL; KIRKBY,

1987; MARSCHNER, 1995).

Na fotossíntese, um nutriente de fundamental importância é o magnésio, pois este

nutriente é o átomo central da molécula de clorofila, sendo que, entre 6 a 25 % do magnésio

total está ligado á molécula de clorofila (TAIZ; ZIEGER, 2004). Além disso, a função do

magnésio nas plantas está relacionada com ativação enzimática a partir da ponte entre a

molécula da enzima e o ATP ou ADP. Isso porque possui a capacidade para interagir com

ligantes nucleofílicos (ex. grupos fosforil) através de ligações iônicas, e atuar como um

elemento de ligação e ou formar complexos de diferente estabilidade. O magnésio forma um

composto ternário com enzimas na qual a ligação de cátions é necessária para estabelecer uma

geometria precisa entre enzima e substrato como, por exemplo, a RuBP carboxilase. Uma

grande proporção do magnésio total está envolvida na regulação do pH celular e no balanço

cátion/ânion (PRADO; CASALI, 2006). O principal local de armazenamento do magnésio é o

vacúolo, que tem grande importância na homeostase do “pool” metabólico, e também no

balanço cátion/ânion e regulação do turgor das células (PRADO; CASALI, 2006). Além

disso, o magnésio das folhas também está firmemente ligado à pectatos na parede celular ou

precipitado como sal solúvel no vacúolo, como fosfato.

A necessidade de enxofre pelas plantas é devida ao fato deste nutriente ser

componente estrutural dos aminoácidos cisteina, metionina e, conseqüentemente, de várias

proteínas, além do ácido lipóico, coenzima A, tiamina pirofosfato (vitamina B1), glutationa,

biotina (vitamina H), entre outros (MALAVOLTA, 1980). Os aminoácidos essenciais cisteina

e metionina são precursores de outros compostos contendo enxofre tais como, coenzimas e

produtos secundários das plantas (PERES, 2005). O enxofre em sua forma não reduzida,

conhecida como éster sulfato, é um componente de sulfolipídios, constituinte estrutural de

todas as membranas biológicas.

Com relação ao papel do enxofre no processo de fotossíntese justifica-se uma vez que

o grupo sulfidrilo (-SH) atua como grupo funcional de muitas enzimas e coenzimas como a

urease, sulfotransferase e a coenzima A. Na rota glicolítica, por exemplo, a descarboxilação

do piruvato e a formação do acetil coenzima A são reações catalizadas por um complexo

multienzimático envolvendo três coenzimas contendo enxofre: tiamina pirofosfato, ácido

lipóico (sistema redox) e um grupo sulfuril de coenzima A.

O sulfato é ligado aos lipídios por uma ligação éster, como por exemplo, a glicose.

Aproximadamente 5% dos lipídios do cloroplasto são sulfolipídios. Os sulfolipídios podem

também estar envolvidos na regulação do transporte de íons através das biomembranas, e na

tolerância a sais (KERBAUY, 2004).

A importância do boro na célula vegetal é explicada pela sua concentração (90%) na

parede celular e, também por atuar nos processos de absorção na membrana plasmática

(MALAVOLTA, 2006). A principal fonte de boro no solo é a matéria orgânica e,

conseqüentemente, solos intemperizados e com baixos teores de matéria orgânica, são

obviamente deficientes em boro (TAIZ; ZIEGER, 2004). É absorvido pelas plantas, de acordo

com Kerbauy (2004), preferencialmente na forma molecular, sem carga (H

O boro tem como principais funções o transporte de açúcares; o metabolismo do RNA;

a síntese do ácido indolacético - AIA; o metabolismo fenólico; a síntese de parede celular; a

lignificação; e a constituição de estrutura da parede celular (KERBAUY, 2004). Nesta longa

lista de funções do boro, Malavolta (2006) acrescentou que o boro está envolvido em um

número de rotas metabólicas, e como efeito “cascata”, como é conhecido, por exemplo, para

os fitormônios.

O cobre é, sem dúvida, um importante micronutriente para a fotossíntese das plantas,

pois participa de várias reações de oxirredução (na forma iônica de Cu

² e Cu

), sendo o íon

muito instável (TAIZ; ZIEGER, 2004). Desta forma, o cobre está associado a enzimas

envolvidas em reações de transferência de elétrons, como a plastocianina na fase luminosa da

fotossíntese, que representa 70% do cobre nas folhas (MALAVOLTA, 2006).

A maior parte do cobre em células foliares está associada à plastocianina, o doador

imediato de elétrons para o fotossistema I e a dismutase de superóxido que trabalha em

conjunto com a catalase para desentoxificar oxidantes (EPSTEIN; BLOOM, 2006).

Outro fundamental micronutriente para o processo de fotossíntese é o ferro, tendo em

vista que ele é o componente de enzimas envolvidas na transferência de elétrons nos

cloroplastos e nas mitocôndrias (EPSTEIN; BLOOM, 2006). O ferro possui grande

capacidade redox (Fe

e Fe

) o que o torna importante nos processos de oxirredução no

metabolismo da planta, participando na reação de uma grande quantidade de enzimas, fazendo

parte de hemoproteína de enzimas importantes como os citocromos e catalase. As

hemoproteínas nada mais são do que enzimas que apresentam o grupo heme (complexo Fe-

porfirina) como grupo prostético (KERBAUY, 2004). Além da hemoproteínas, o ferro faz

parte de proteínas contendo enxofre, chamadas proteínas Fe-S, as quais são importantíssimas

no metabolismo da planta (TAIZ; ZIEGER, 2004).

O Fe é componente dos citrocromos que são enzimas importantes na transferência de

elétrons na respiração e na fotossíntese. A catalase é responsável por fazer a transformação

(dismutase) do peróxido de hidrogênio (H

), tóxico às plantas, em água e oxigênio

(EPSTEIN; BLOOM, 2006).

O manganês faz parte do fotossistema II, em que a molécula de água é dividida e o gás

oxigênio liberado. A única outra proteína em que o manganês é um constituinte integral é a

desmutase de superóxido. Essa enzima é muito difundida em organismos aeróbicos, uma vez

que sua função é dar proteção contra radicais de oxigênio livres. O manganês também ativa

um considerável número de enzimas (EPSTEIN; BLOOM, 2006). Conseqüentemente, a

deficiência de manganês na planta reduz o fluxo de elétrons do fotossistema II (FS II) para o

fotossistema I (FS I), ocasionando a redução na produção de compostos redutores (ATP e

NADPH) que seriam utilizados na fixação de C0

na fase bioquímica. Com a redução da

produção de ferredoxina, além da fase bioquímica da fotossíntese, outros processos

relacionados com esta proteína são drasticamente prejudicados, como por exemplo, a redução

do nitrato e do sulfato.

O molibdênio é um dos micronutrientes menos abundante no solo e o requerimento

pelas plantas é menor do que para outros nutrientes minerais, com exceção ao níquel

(MALAVOLTA; VITTI; OLIVEIRA, 1997). A necessidade de quantidades muito pequenas

de molibdênio sugere que as plantas exigem molibdênio para poucas funções. Entretanto essas

funções são cruciais, a maioria relacionada com a aquisição ou a utilização de nitrogênio. O

Mo faz parte tanto da redutase do nitrato, pela qual o nitrato é reduzido a nitrito, quanto da

nitrogenase, pela qual bactérias que fixam nitrogênio convertem o gás dinitrogênio em amônia

(TAIZ; ZIEGER, 2004). Como visto a nitrogenase é a enzima chave para todos os

microrganismos que fixam nitrogênio. Esta proteína possui em sua estrutura molibdênio, ferro

e enxofre e em solos deficientes, a aplicação do molibdênio estimula o crescimento das

plantas pelo aumento da fixação de N

A aplicação do molibdênio junto às sementes de leguminosas na semeadura, ou

mesmo na adubação foliar, tem dado boas respostas na produção (MALAVOLTA; VITTI;

OLIVEIRA, 1997).

Por fim, o zinco é um importante micronutriente tendo em vista que mais de oitenta

proteínas contendo zinco foram relatadas. Em muitas enzimas, o zinco é exigido no sítio

ativo; a anidrase carbônica, dismutase de superóxido (juntamente com cobre) e dehidrogenase

de álcool são alguns exemplos. Em outras enzimas, o zinco é um componente integral da

proteína, mas não está próximo do sitio ativo. Freqüentemente, em tais circunstâncias, o zinco

se interconecta com o enxofre em quatro cisteínas (EPSTEIN; BLOOM, 2006).

Os “dedos de zinco” são proteínas ativas na transcrição de DNA. Tais proteínas se

conectam e identificam seqüências de DNA. Os íons de zinco regulam a conformação do

domínio da proteína que se conecta com o DNA (TAIZ; ZIEGER, 2004).

4.3 A nutrição mineral das espécies florestais nativas

Os efeitos benéficos da adição de elementos minerais, para melhorar o crescimento da

planta, são conhecidos na agricultura há muito tempo. Experimentos no solo e na água

(soluções nutritivas) foram feitos com plantas superiores para estabelecer a essencialidade dos

elementos minerais para o crescimento e desenvolvimento, e seus papéis no metabolismo

(MARSCHNER, 1995).

Os nutrientes das plantas foram descobertos ao longo do tempo, e são aqueles que

atendem aos três critérios de essencialidade: (1) um elemento é essencial quando a planta não

consegue completar seu ciclo de vida na sua ausência; (2) o elemento tem a função específica

e não pode ser substituído; (3) o elemento deve estar envolvido diretamente no metabolismo

da planta, fazendo parte de um constituinte essencial (SORREANO, 2006). O suprimento

inadequado de um elemento essencial resulta em distúrbio nutricional que se manifesta por

sintomas de deficiência característicos (TAIZ; ZIEGER, 2004), sendo que as espécies

florestais têm exigências nutricionais e respostas ao stress nutricional diferenciados e a

complementação nutricional é um dos principais fatores determinantes do sucesso de projetos

de recuperação florestal (SORREANO, 2006). Considerando isso, infere-se que a carência ou

o suprimento inadequado de nutrientes, para espécies florestais nativas, pode comprometer o

sucesso de projetos de recuperação e de restauração de áreas degradadas e de seqüestro

florestal de carbono, por meio do reflorestamento com o plantio de espécies florestais nativas.

Deste modo, é apresentado na Tabela 1, o teor de nutrientes nas folhas, caules e raízes

em espécies florestais nativas, encontrada por Sorreano (2006), em dez espécies florestais

nativas. Os valores apresentados na Tabela 1 foram obtidos cultivando as espécies nativas em

solução nutritiva completa.

Tabela 1 – Teor de nutrientes nas folhas, caules e raízes em espécies florestais nativas,

encontrada por Sorreano (2006)

Espécie Florestal Nativa

Parte da planta N P K Ca Mg S B Cu Fe Mn Zn

─ ─ ─ ─ ─ g/kg ─ ─ ─ ─ ─ ─ ─ ─ ─ mg/kg ─ ─ ─ ─ ─



Folha Inferior

18 3,9 15 30 8,0 4,1 83 8,5 687 48 33

Ceiba speciosa St Hil.

Folha Superior 22 3,1 19 18 5,3 2,9 77 3,2 522 27 36

(paineira)

Caule 10 4,4 12 8 1,7 5,6 24 1,2 94 6 11

Raiz 17 5,0 17 8 1,3 5,3 26 9,7 233 7 26



Folha Inferior

15 3,9 16 17 2,3 1,6 86 2,0 322 59 23

Tapirira guianensis Aubl.

Folha Superior 18 2,8 14 10 2,2 1,5 47 1,6 276 24 20

(tapirira)

Caule 9 3,1 13 9 1,4 1,4 19 2,1 68 10 12

Raiz 14 2,8 9 8 3,1 0,9 37 20,7 5.972 98 40



Folha Inferior

10 2,4 5 25 2,7 1,0 68 9,4 456 61 36

Cecropia pachystachya Trec

Folha Superior 15 2,8 16 14 2,9 2,4 54 2,5 411 22 42

(embaúba)

Caule 5 1,7 7 4 0,6 0,8 14 0,9 50 5 6

Raiz 11 2,7 13 5 1,1 1,4 16 3,9 448 6 21



Folha Inferior

16 5,6 34 30 8,3 2,4 104 2,7 231 163 27

Croton urucurana Baill.

Folha Superior 31 8,2 36 16 9,0 3,5 65 2,1 168 39 32

(sangra d’água)

Caule 13 1,6 9 3 1,4 0,7 32 1,6 24 2 11

Raiz 16 1,8 20 3 3,5 2,1 26 4,9 268 8 23



Folha Inferior

18 5,9 13 46 12,2 4,0 134 4,5 490 253 88

Guazuma ulmifolia Lam.

Folha Superior 19 4,7 15 29 8,6 3,9 90 4,0 335 171 41

(mutambo)

Caule 13 6,0 10 6 2,3 1,3 27 3,0 57 18 17

Raiz 24 5,7 24 7 4,1 5,7 45 9,6 711 14 25



Folha Inferior

20 9,2 22 32 8,5 3,2 77 3,3 262 40 28

Cytharexyllum myrianthum Cham.

Folha Superior 22 11,2 22 22 10,1 3,7 65 3,1 253 26 23

(pau-viola)

Caule 11 2,4 6 5 1,3 1,0 25 1,3 40 10 7

Raiz 14 3,0 10 4 1,5 0,9 28 1,7 103 35 8



Folha Inferior

26 9,8 24 14 2,7 2,2 47 2,5 395 67 21

Esenbeckia leiocarpa Engl.

Folha Superior 39 5,0 29 10 3,2 3,1 27 2,4 288 19 18

(guarantã)

Caule 29 4,6 8 9 2,3 1,5 14 1,9 99 6 9

Raiz 36 12,1 9 18 1,5 2,2 20 5,9 664 72 22



Folha Inferior

21 5,5 19 39 6,2 2,9 89 3,4 581 103 32

Cariniana legalis (Mart.) Kuntze.

Folha Superior 24 3,4 22 26 5,0 3,0 70 3,7 634 31 28

(jequitibá-rosa)

Caule 22 4,9 16 14 3,5 2,9 29 1,4 167 5 14

Raiz 17 4,2 16 5 2,6 2,8 28 3,0 424 4 17



Folha Inferior

28 14,5 10 12 3,1 2,3 93 6,8 375 212 30

Hymenae courbaril L. var.

Folha Superior 28 10,0 23 10 3,4 2,7 93 3,5 279 77 27

(jatobá)

Caule 14 12,6 13 4 2,3 1,2 29 3,6 71 13 15

Raiz 16 11,1 17 6 3,0 2,3 20 8,4 849 9 28



Folha Inferior

18 2,7 13 32 4,6 2,8

75 1,2 258 27 21

Astronium graveolens

Folha Superior 20 4,5 16 13 2,5 3,1 41 1,5 227 10 21

(guaritá)

Caule 8 2,8 12 8 1,4 1,3 16 0,7 34 3 8

Raiz 17 2,6 17 5 1,2 2,2 30 3,6 414 12 28

4.4 Caracterização das três espécies florestais nativas do estudo

4.4.1 Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-pimenteira)

A espécie Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-pimenteira) pertence a família

Anacardiaceae e, segundo Lorenzi (2002), é uma planta de pequeno porte, crescimento rápido

e ciclo relativamente curto, heliófila e pioneira (Figura 1). Eventualmente pode ser encontrada

em clareiras e bordas de matas, mas geralmente coloniza áreas abertas, especialmente

margens de rios e terrenos aluviais, suportando inundações e encharcamento do solo

(DURIGAN et al., 2002). Sua ocorrência vai do Pernambuco até Mato Grosso do Sul, em

várias formações vegetais.

A madeira da aroeira-pimenteira possui baixo valor comercial, sendo assim é

principalmente usada como mourões de cerca, mas produz lenha e carvão de boa qualidade

(CARVALHO, 2003).

Esta espécie apresenta ainda outras utilizações, como: tingimento e fortalecimento de

redes de pesca, devido em sua casca conter um pigmento de ótima qualidade, alimentação

animal (folhas), alimentação humana (os frutos são utilizados como substitutos da pimenta do

reino), medicinal, para recuperação ambiental, onde é mais procurada pela avifauna (maior

disseminador) e restauração de mata ciliar que apresenta áreas de inundações periódicas de

curta duração ou com períodos moderados (DURIGAN et al., 2002). Também é recomendada

para recuperação de solos pouco férteis (rochosos, salino hidromórficos) (CARVALHO,

2003).

4.4.2 Cordia superba Cham. (baba-de-boi)

A Cordia superba Cham., também conhecida como baba-de-boi ou barbosa-branca,

pertence a família Boraginaceae. É uma espécie arbórea esciófila (desenvolve em ambientes

sombreados e de luz difusa) e seletiva higrófila pouco freqüente ou quase rara. Habita as

florestas úmidas, ocorrendo também em áreas abertas como espécie secundária. Sua altura

varia de 7 a 10 m, com tronco de 20 a 30 cm de diâmetro. Folhas simples, ásperas ao tato na

face inferior, com 18 a 24 cm de comprimento (LORENZI, 2002).

4.4.3 Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze (jequitibá-branco)

Uma das árvores indispensáveis nos reflorestamentos heterogêneos com fins

ecológicos é o Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze (jequitibá-branco), também conhecido

como estopeira (RS, SC, PR), estopeiro, pau-estopa, pau-de-cachimbo (SC), jequitibá-rei,

estopa, cachimbeiro, bingueiro, coatingua, é uma árvore da família Lecythidaceae

(LORENZI, 2002). É árvore semidecídua no inverno, heliófita ou de luz difusa, característica

da floresta clímax; prefere solos úmidos e profundos. É rara no cerrado ou em terrenos mais

secos.

A árvore possui qualidades ornamentais, entretanto, devido ao seu grande porte é

apenas recomendado para o paisagismo de parques e grandes jardins. É planta indispensável

nos reflorestamentos heterogêneos com fins ecológicos. Perde parcial ou totalmente suas

folhas em determinada época do ano. Atinge de 35-45m de altura e o tronco 90-120 cm de

diâmetro. Tem predileção por áreas ensolaradas podendo desenvolver-se também em áreas

sombreadas e solos úmidos e profundos. Floresce de outubro-dezembro, os frutos

amadurecem no período de julho-setembro. Suas sementes são avidamente consumidas por

macacos. A árvore possui qualidades ornamentais, entretanto, devido ao seu grande porte é

apenas recomendado para o paisagismo de parques e grandes jardins (LORENZI, 2002).

Figura 1 - Espécimes de Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-pimenteira) adultas (A e B),

florida (C) e com frutos (D)

D C

Figura 2 - Cordia superba Cham

(baba-de-boi). Foto extraído de

Lorenzi (2002)

Figura 3 - Cariniana estrellensis

(Raddi) Kintze (jequitibá-branco).

Foto extraído de Lorenzi (2002)

5. Material e Métodos

O experimento foi conduzido em casa de vegetação do Laboratório de Nutrição

Mineral de Plantas do Centro de Energia Nuclear na Agricultura, Universidade de São Paulo -

CENA/USP (Figura 1), na cidade de Piracicaba/SP, definida geograficamente pelas

coordenadas de 22º 42´30´ latitude sul e, 47º 38´00´´ longitude oeste.

O delineamento experimental utilizado foi em blocos ao acaso, com três repetições,

sendo cada repetição representada por um vaso com uma planta, perfazendo assim um total de

39 plantas das espécies e Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-pimenteira) e Cordia

superba Cham. (baba-de-boi), e 36 da espécie florestal Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze

(jequitibá-branco).

Os vasos de plástico, onde as plantas foram cultivadas, tinham capacidade de 2 litros,

onde foi acoplado o sistema de aeração, constituído por: compressor de ar, mangueiras de

borracha e ponteiras plásticas (Figura 4).

Figura 4 - Plantas de aroeira-pimenteira (B e C) e de jequitibá-branco (D) cultivadas em

solução nutritiva em casa de vegetação, CENA/USP (A)

5.1 Técnica de carência e omissão de nutrientes minerais essenciais às

plantas

Inicialmente foram adquiridas mudas das espécies nativas em tubetes de plástico

rígido, contendo substrato comercial, em um viveiro comercial de espécies nativas, localizado

na cidade de Piracicaba/SP, e as mudas permaneceram na casa de vegetação durante três

semanas em uma bandeja de plástico (Figura 4, Foto B), contento solução nutritiva completa

de Johnson et al. (1957), modificada, com 50% da concentração da solução original (diluída a

metade), como descrita no Tabela 2, com todos os macros e micronutrientes. Após esse

período, as mudas tiveram suas raízes cuidadosamente lavadas com água deionizada, para a

retirada do substrato, e foram transferidas para vasos de plástico contento a solução nutritiva

aerada.

Após esse procedimento iniciou-se a omissão dos elementos minerais denominados

macronutrientes e micronutrientes: nitrogênio (-N), fósforo (-P), potássio (-K), cálcio (-Ca),

magnésio (-Mg), enxofre (-S), boro (B), cobre (Cu), ferro (Fe), manganês (Mn), molibdênio

(Mo) e zinco (Zn), sendo que em um dos tratamentos as espécies continuaram sendo

cultivadas em solução nutritiva completa, com todos os macronutrientes e micronutrientes

(tratamento completo).

Nas soluções nutritivas com omissão dos macronutrientes tinha aproximadamente 10%

dos macronutrientes trabalhados em omissão, para não haver a morte das plantas (Tabela 1).

Todo o procedimento está descrito na Tabela 2, a qual também mostra os reagentes

(sais) e a concentração utilizados no experimento.

Neste estudo o tratamento de omissão de molibdênio foi feito somente nas espécies Schinus terebinthifolius

Raddi (aroeira-pimenteira) e Cordia superba Cham. (baba-de-boi).

Tabela 2 - Composição das soluções nutritivas (solução estoque) (ml/L) utilizadas.

(JOHNSON et al., 1957)

SOLUÇÃO ESTOQUE

TRATAMENTOS (ml/L)

Completo

OMISSÃO

N P K Ca Mg S B Cu Fe Mn Mo Zn

KNO

(M*)

3 0,3 3 0,3 3 3 3 3 3 3 3 3 3

Ca (NO

)

2 0,2 2 2 0,2 2 2 2 2 2 2 2 2

1 0,1 0,1 1 1 1 1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1

MgSO

O *

0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,05 0,05 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5

KCl (M*)

- 2,7 - - - - - - - - - - -

CaSO

.7H

O (0,01*)

- 1,8 - - - - - - - - - - -

- - - - - 0,45 - - - - - - -

NaH

- 0,9 - - - - - - - - - - -

- - 0,45 1,35 1,8 - - - - - - - -

MgCl

.6H

O *

- - - - - - 0,45 - - - - - -

Micro Completo**

1 1 1 1 1 1 1 - - 1 - - -

Micro -B

- - - - - - - 1 - - - - -

Micro -Cu

- - - - - - - - 1 - - - -

Micro -Mn

- - - - - - - - - - 1 - -

Micro -Mo

- - - - - - - - - - - 1 -

Micro -Zn

- - - - - - - - - - - - 1

Fe–EDTA***

1 1 1 1 1 1 1 1 1 - 1 1 1

* Solução 1 molar

** A solução estoque de micronutrientes tem a seguinte composição (g/L): 3,728 de KCl; 1,546 de H

;

0,338 de MnSO

O; 0,575 de ZnSO

.7H

O; 0,125 de CuSO

.5H

O; 0,081 de H

MoO

*** Preparo da solução de FeEDTA: Dissolver 33,2 g de EDTA em 500 ml H

O e juntar 89,2 ml de NaOH 1 M

(40 g/L). Dissolver 24,9 g de FeSO

. 7H

O em 200 ml H

O. Juntar as duas soluções. Completar a 1 L. Envolver

o frasco em papel de alumínio; arejar durante a noite; guardar na geladeira em frasco escuro.

Diariamente foi completado o nível da solução nutritiva com água deionizada, o

desentupimento das ponteiras de aeração, a coleta das folhas caídas e as descrições dos

sintomas de deficiência.

A troca de solução nutritiva realizou-se quando a condutividade elétrica da solução

nutritiva esteve abaixo de 70% da condutividade elétrica inicial, ou a cada três semanas, com

alíquotas medidas com pipetas volumétricas para cada nutriente (Tabela 2).

5.2 Diagnose visual

A diagnose visual de deficiências nutricionais em folhas, bem como o conhecimento

dos teores de nutrientes, pode constituir uma técnica auxiliar nos cálculos de fertilizantes e

corretivos (MALAVOLTA, 1980).

O método de diagnose visual das folhas consiste em comparar o aspecto da amostra,

geralmente a folha, com o do padrão (MALAVOLTA; VITTI; OLIVEIRA, 1997). No

presente estudo, foi considerado testemunha o tratamento completo, uma vez que estavam

com todos os macros e micronutrientes.

Deste modo, sempre que as três plantas de uma determinada espécie florestal nativa,

submetida ao tratamento de deficiência de um determinado nutriente, apresentassem um

sintoma comum às três repetições, característicos de deficiência nutricional e que não aparecia

no tratamento completo (testemunha), estes sintomas foram descritos e fotografadas.

5.3 Determinação da taxa de assimilação de gás carbônico e de transpiração

As conseqüências fisiológicas da omissão de nutrientes minerais essenciais foram

avaliadas, por meio da determinação da taxa de assimilação de gás carbônico e de

transpiração, com o uso do analisador de gás por infravermelho portátil (Infrared Gás

Analyzer - IRGA), modelo Li-cor 6400 (Li-COR BIOSCIENCES, 2005).

O princípio básico de funcionamento deste aparelho está na relacionado à capacidade

do CO

e H

O em absorver o infravermelho. A medida da taxa de assimilação de CO

neste

sistema é baseada nas diferenças de concentração de CO

entre o ar que entra e o ar que deixa

a câmara fotossintética. A transpiração também pode ser medida da mesma forma. Os

controles das concentrações de H

O e CO

são realizados através de sistemas eletromecânicos

e podem direcionar o fluxo de ar inicial (contendo CO

e H

O) em tubos contendo soda

calcária (para retenção do CO

) e/ou drierite (para retenção de H

O), antes de passar pela

câmara fotossintética (SILVA, 2007).

A taxa de assimilação ou liberação de CO

é expressa como a quantidade de CO

assimilado ou liberado por unidade de área foliar e tempo (µmol CO

-2

-1

)

A capacidade fotossintética é uma característica intrínseca de cada espécie vegetal,

sendo que as trocas gasosas mudam durante o ciclo do desenvolvimento do indivíduo e

dependem do curso anual e até mesmo do curso diário das flutuações ambientais (luz,

temperatura, etc) em torno do vegetal (LARCHER, 2000).

As avaliações através do IRGA foram realizadas em plantas de jequitibá-branco com

120 dias após do tratamento de deficiência nutricional, sendo avaliadas duas folhas em cada

parte da planta, a saber: Folhas novas, Folhas Intermediária e Folhas Velhas.

Considerou-se Folhas Novas as folhas do terço superior da planta, mais próximas do

ápice caulinar; Folhas Intermediárias as folhas do terço médio da planta, ou seja, as folhas da

região da metade da altura da planta; e Folhas Velhas foram as consideradas do terço inferior

da planta, sendo que para a tomada de medidas de taxa de fotossíntese e transpiração, foram

consideradas apenas as folhas após as duas folhas mais inferiores.

As medidas foram realizadas entre os dias 10 de julho de 2009 e 25 de julho de 2009,

no período da manhã, em dias com sol e não nublados, entre 8h00 e 10h00. As avaliações

foram realizadas em três/dois blocos de plantas, por vez, a saber: um bloco com três plantas

sob tratamento completo e dois ou um bloco (s), com três plantas cada bloco, sob tratamento

de deficiência de um nutriente. As datas das avaliações encontram-se na Tabela 3.

Tabela 3 - Dia e data das medições, em plantas de jequitibá-branco da taxa de assimilação de

gás carbônico e de transpiração nos respectivos tratamentos

DIA Data da medição Tratamento

1º 10/07/2009 Completo, -N e -P

2º 11/07/2009 Completo, -K e -Ca

3º 14/07/2009 Completo, -Mg e -S

4º 18/07/2009 Completo, -B e -Cu

5º 21/07/2009 Completo, -Fe e -Mn

6º 25/07/2009 Completo e -Zn

As avaliações foram feitas da seguinte forma: primeiramente as Folhas Novas do

tratamento completo e dos tratamentos de deficiência. Posteriormente eram avaliadas as

Folhas Intermediárias do tratamento completo e dos tratamentos de carência e, por último, as

Folhas Velhas do tratamento completo e dos tratamentos de carência. Com esta seqüência

pretendeu-se diminuir as discrepância entre o horário da primeira medida e o horário da

última medida de órgãos correspondentes aos tratamentos comparados evitando variações

climáticas neste período.

Para a avaliação da fotossíntese e da transpiração, a folha selecionada permanecia na

câmara de análise por alguns minutos, até a estabilização da leitura, ou seja, quando o desvio

padrão do aparelho permanecia abaixo de 1%. A área foliar considerada foi de 6 cm², em

função do tamanho do limbo foliar que ocupou toda a área da câmara fotossintética.

A concentração de CO

foi mantida aproximadamente 400 μmol CO

-1

, sendo que o

fornecimento de ar no sistema foi obtido fora da casa de vegetação através de um buffer.

Neste estudo, a intensidade luminosa utilizada (PARi) foi de 1200 μmol m

-2

-1

. O

valor foi assim regulado uma vez que, nesta faixa, as plantas de Cariniana estrellensis

(Raddi) Kintze (jequitibá-branco) sob tratamento completo demonstraram uma maior taxa de

assimilação de CO

neste valor. A temperatura da folha foi mantida em 25 a 30°C.

Para a análise estatística, a cada duas folhas, das três categorias (Folhas novas,

intermediárias e velhas), determinou-se a média aritmética da taxa de assimilação de carbono

e de transpiração. Essas médias foram comparadas, baseado no teste da diferença entre as

médias das três repetições de cada tratamento, com as médias do tratamento completo, ou

seja, as médias das medidas obtidas foram submetidas a uma análise de variância e

subseqüente teste de comparação de médias, teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade

para comparação das médias (PIMENTEL-GOMES, 1990).

Figura 5 - Realização de medida com o IRGA (A e B), cilindro de gás carbônico (C) e painel

do Infrared Gás Analyzer - IRGA (D)

A B

C D

5.4 Preparo das amostras para a Microscopia Eletrônica de Transmissão e

Óptica

Embora os sintomas de deficiência nutricional sejam facilmente observados

visualmente, as alterações ultra-estruturais destas deficiências podem ser detectadas e

controladas precocemente por meio da técnica de microscopia eletrônica de transmissão

(EPSTEIN; BLOOM, 2006).

Considerando isso, para avaliação ultra-estrutural comparativa de células do mesofilo

foliar foram coletadas amostras do limbo foliar, com cortes de 1 x 2 mm, com sintomas de

deficiências de macronutriente, bem como amostras do tratamento completo.

Foi levada em consideração a folha que melhor refletiu o estado nutricional de

deficiência, ou seja, folhas inferiores para os tratamentos completos e deficientes em N, P, K,

Ca e Mg, e folhas superiores para os tratamentos completos e deficientes de S.

As amostras coletadas foram processadas no Laboratório de Histopatologia e Biologia

Estrutural de Plantas do CENA/USP, entre os meses julho e agosto de 2009, conforme os

procedimentos a seguir:

Imediatamente após a coleta e os cortes das amostras dos limbos foliares foi realizada

a fixação por 3 horas, a 4ºC, em solução de Karnovsky (1965) modificada:

- 5 ml de H

- 2,5 ml de cacodilato de sódio 0,05 M, em pH 7,2 (Tampão).

- 1,5 ml de cloreto de cálcio (0,001 M)

- 2 ml paraformaldeído (2%)

- 0,4 ml de glutaraldeído (2,5%)

A fixação deve ser feita, pois ela mata rapidamente a célula, inativando as enzimas que

poderiam causar uma autólise, e ao mesmo tempo, estabiliza as moléculas e organelas

celulares, formando uma trama tridimensional. O paraformadeído penetra rapidamente no

tecido, enquanto o glutaraldeido forma pontes entre as moléculas, estabilizando a estrutura

celular.

Após lavagens em tampão cacodilato de sódio 0,1M em três séries de 10 minutos, as

amostras foram pós-fixadas em tetróxido de ósmio a 1% em tampão cacodilato de sódio

0,1M, por 1 hora em temperatura ambiente (BURKL; SCHIECHL, 1968). O tetróxido de

ósmio é utilizado como contrastante, uma vez que o ósmio é elétron denso.

Após rápidas lavagens, em três séries em solução salina 0,9%, as amostras foram

submetidas a pré-coloração com acetato de uranila a 2,5% em água à 4ºC por

aproximadamente 12 horas (overnight) (WATSON, 1958).

A desidratação foi feita, em séries crescentes de solução de acetona em água (25%;

50%; 75% (1 x 5 minutos); 90% (2 x 10 minutos) e 100% (3 x 20 minutos). A desidratação

deve ser feita para retirar água da célula, substituindo-a por acetona.

A infiltração, com resina Spurr, foi feita de forma gradativa pelo seguinte

procedimento:

- 1 parte de resina + 3 partes de acetona (por 3 horas)

- 1 parte de resina + 2 parte de acetona (por 3 horas)

- 1 parte de resina + 1 parte de acetona (overnight)

- 2 parte de resina + 1 parte de acetona (por 8 horas)

- Resina pura (48 horas)

Por fim, as amostras foram emblocadas em resina Spurr pura em forminhas de

silicone, por 48 horas à 70ºC.

Posteriormente, as resinas com as amostras foram lixadas (até a amostra), para se fazer

a toalete. Com as toaletes feitas manualmente, utilizando ultramicrótomo Porter-Blum MT

com navalha de vidro, foram obtidas secções semi-finas para visualização no microscópio

óptico. Essas secções foram contrastadas em uma lamina para microscopia óptica, com azul

de metileno, para visualização. A análise no microscópio óptico fez-se necessária para

identificar a região do mesofilo foliar que melhor refletia os sintomas de deficiência de

nutrientes minerais.

Em seguida, com navalha de diamante, foram obtidas secções ultrafinas de 60 a 90nm

de espessura, utilizando ultramicrótomo Porter-Blum MT, que foram colocadas em telas de

cobre de 300 mesh, recobertas com formvar.

Para o preparo da solução de formvar utilizou-se 0,5% gramas de formvar para 100 ml

de clorofórmio. A solução deve ser preparada 24 horas antes de ser utilizada. Primeiramente

encheu-se uma cuba com água destilada e colocou-se em fundo preto. Enquanto isso se fez a

limpeza da lamina com acetona e papel. Em seguida emergiu-se a lamina no frasco com

solução de formvar por 10 segundos, sendo que, posteriormente as bordas foram raspadas

com lamina (gilette), onde se mergulhou a lamina na água vagarosamente até que a película se

desprender. Com uma pinça colocaram-se as telas sobre a película. Para retirar as grades

colocou-se um pedaço de papel filtro sobre a película e puxou-se, sendo posteriormente seco

em uma placa.

Por último as telas foram submetidas à contrastação, utilizando-se solução aquosa de

acetato de uranila e de citrato de chumbo (REYNOLDS, 1963), como descrito a seguir:

Adicionou-se, em uma lamina de vidro, gotas de acetato de uranila 2,5%, onde se colocaram

as telas de cobre com as amostras voltadas para baixo, onde, em seguida estas foram

tampadas, para evitar o contato com a luz, por 12 minutos. Posteriormente, lavaram-se as telas

de cobre por 3 vezes em água destilada e, quando secas adicionaram-se gotas de citrato de

chumbo, presentes em uma nova lâmina, juntamente com pastilhas de NaOH, para retirada de

umidade, permanecendo por 12 minutos protegidas da luz. Por fim, as amostras foram lavadas

3 vezes em água destilada e secas.

Os cortes foram examinados no Núcleo de Apoio à Pesquisa em Microscopia

Eletrônica Aplicada à Pesquisa Agropecuária - NAP/MEPA – ESALQ/USP, no Microscópio

Eletrônico de Transmissão – MET Zeiss EM-900, operando a 50 kV, e imagens digitalizadas

foram obtidas.

Figura 6 - Lavagem (A), corte (B e C), fixação (D), desidratação (E) e emblocagem (F) de

folhas de jequitibá-branco, para a análise no microscópio eletrônico de

transmissão

Figura 7 - Amostras emblocadas (A), telas de cobres (B) e estojo para armazenamento de telas

de cobre (C) para o preparo de amostra de folhas de jequitibá-branco, para a

análise no microscópio eletrônico de transmissão (D)

A B

C D

5.5 Avaliações da altura e produção de biomassa seca

Para a avaliação do desenvolvimento das três espécies florestais nativas, cultivadas em

solução nutritivas com omissão de macro e micronutrientes, foram realizadas avaliações dos

parâmetros biométricos, a saber: a altura (do colo de planta até o ápice da folha superior) e a

produção de biomassa.

Para determinação da produção de biomassa seca, as três espécies florestais nativas

foram separadas em caule, raiz e folhas, e secas em estufa de circulação forçada a uma

temperatura de 60ºC, até atingir massa constante. Após a secagem do material vegetal

determinou-se a massa seca das folhas, caule e raiz, com uma balança digital.

Para a análise estatística dos parâmetros biométricos, as medidas obtidas foram

submetidas a uma análise de variância e subseqüente teste de comparação de médias, teste de

Tukey ao nível de 5% de probabilidade para comparação das médias (PIMENTEL-GOMES,

1990).

A análise estatística, baseada no teste da diferença entre as médias das três repetições

dos tratamentos de omissão e tratamento completo, foi o procedimento básico adotado para a

análise dos parâmetros biométricos.

5.6 Determinação dos teores de macronutrientes e micronutrientes

Neste estudo realizou-se a determinação do teor de nutriente das folhas e caule das

espécies Schinus terebinthifolius Raddi e Cordia superba Cham.; e das folhas, caule e raiz da

espécie Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze das plantas submetidas ao tratamento completo

e tratamento deficiente de um determinado nutriente.

Para determinação dos teores de macronutrientes e micronutrientes, as plantas foram

separadas em folhas, caule e raiz, lavadas em água deionizada, as quais foram secadas em

estufa de circulação forçada a uma temperatura de 60ºC, até atingir massa constante. Após a

secagem do material vegetal determinou-se a massa seca das folhas, caule e raiz, que em

seguida foram moídas em moinho Wiley.

As metodologias para determinação química de macronutrientes (N, P, K, Ca, Mg e S)

e micronutrientes (B, Cu, Fe, Mn e Zn), assim como o preparo do extrato seguiram as

descritas por Sarruge e Haag (1974).

Os resultados analíticos foram submetidos a análise de variância e teste de Tukey ao

nível de 5% de probabilidade (PIMENTEL-GOMES, 1990).

5.7 Determinação do teor de carbono total via seca por combustão

A determinação do teor de carbono total foi realizada no equipamento LECO CR 412,

pertencente ao Laboratório de Biogeoquímica Ambiental do CENA/USP, em Piracicaba – SP,

pelo método conhecido como “método via seca por combustão”. Em todas as análises foram

utilizadas três réplicas e apresentado o valor médio das análises.

6. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Durante o experimento e na análise dos resultados deste estudo, verificou-se uma

seqüência de eventos que conduzem aos sintomas estruturais, anatômicos e fisiológicos de

deficiência de nutrientes minerais das plantas.

Inicialmente a falta de um nutriente mineral conduz a uma alteração molecular que,

conseqüentemente, leva as alterações nas ultra-estruturas da celular do limbo foliar.

Essas modificações nas ultra-estruturas das células do limbo foliar levaram a alteração

celular provocando, desta forma, uma modificação nos tecidos vegetais, ocasionando os

sintomas visuais.

As alterações ultra-estruturais provocam principalmente a desestruturação de

organelas e outras partes das celulares, comprometendo desta forma diversas funções

fisiológicas das plantas, principalmente, a fotossíntese.

Por conseguinte, o comprometimento a fotossíntese afetará principalmente o

crescimento e produção de biomassa seca das plantas submetidas aos tratamentos de carência

de nutrientes minerais, o que foi evidenciado na avaliação dos parâmetros biométricos.

Baseando-se nesta seqüência de eventos, neste estudo, serão apresentados os

resultados e a respectiva discussão, de cada um dos eventos que conduzem aos sintomas de

deficiência de nutrientes minerais das plantas, a saber:

- Alterações ultra-estruturais em folhas de jequitibá-branco

- Alterações nos tecidos das folhas de jequitibá-branco

- Diagnose visual das três espécies florestais nativas

- Teores de macro, micronutrientes das três espécies florestais nativas

- Teores de carbono no caule de aroeira-pimenteira

- Determinação da taxa de assimilação de gás carbônico e de transpiração das plantas

de jequitibá-branco

- Avaliações dos parâmetros biométricos, como crescimento em alturas e produção de

biomassa seca das plantas das três espécies

A seguir serão apresentados os resultados e as discussões dos sintomas observados em

plantas das três espécies trabalhadas submetidas aos tratamentos carentes em macronutrientes

e com omissão de micronutrientes: Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-pimenteira),

Cordia superba Cham. (baba-de-boi) e Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze (jequitibá-

branco).

6.1 Efeito da deficiência nutricional nas ultra-estruturas e tecidos das folhas

de jequitibá-branco

Comumente os sintomas de deficiência têm sido descritos visualmente, entretanto as

alterações ultra-estruturais podem também serem vistas com a técnica de microscopia

eletrônica (EPSTEIN; BLOOM, 2006).

Considerando isso, foram avaliadas as alterações ultra-estruturais de células do

mesofilo foliar, do limbo de folhas de jequitibá-branco, submetidas à deficiência de

macronutriente com auxilio da técnica de microscopia eletrônica de transmissão – MET.

Além disso, com auxilio na microscopia óptica – MO, também chamada microscopia

de luz, foi analisada a alteração no tecido das plantas deficiente em macronutriente,

conjuntamente com a microscopia eletrônica de transmissão.

6.1.1 Nitrogênio

Com o uso da microscopia eletrônica de transmissão, foi possível constatar que a

deficiência de nitrogênio promoveu alterações ultra-estruturais na célula do mesofilo (Figuras

8 e 9).

Figura 8 -

Fotomicrografias de ultra-estrutura de células do limbo foliar de jequitibá-

branco submetido ao tratamento completo (A) e tratamento com omissão de

nitrogênio (B). cl-cloroplastos; ga - grânulos de amido; lm – lamela média

Na avaliação ultra-estrutural, verifica-se que as células das plantas cujo tratamento foi

a de carência em nitrogênio apresentaram aumento dos grânulos de amido – ga, quando

comparado às plantas submetidas ao tratamento completo.

Figura 9 - Ultra-estrutura de células do limbo foliar de jequitibá-branco sob tratamento

completo (A e C) e tratamento com omissão de nitrogênio (B, D e E). cl-

cloroplastos; ga - grânulos de amido; gl - globulos de lipídeos; lm – lamela

média

Figura 10 - Secções semi-finas de folha velha de jequitibá-branco sob tratamento completo

(A) e deficiente de nitrogênio (B). Ed= epiderme adaxial; Eb= epiderme

abaxial; Pp= parênquima paliçadico; Pl= parênquima lacunoso; Eic= espaço

intercelular; ga=grão de amido. Barra = 50 μm

Verifica-se, também, pela técnica de microscopia óptica (Figura 10) que nos tecidos

das plantas deficientes de nitrogênio houve o aumento dos grãos de amido nas bordas do

parênquima paliçadico, quando comparado aos mesmos tecidos das plantas submetidas ao

tratamento completo.

O aumento dos grânulos de amido foi observado por Hall et al. (1972) em cloroplastos

de folhas de milho, deficientes em nitrogênio, causando deformação desta organela.

Hamzah e Gomez (1979), além de constatarem em plantas de seringueira o aumento

de grânulos de amido no interior dos cloroplastos e a desorganização das pilhas de tilacóides,

verificaram também o menor tamanho desta organela em plantas deficientes em nitrogênio.

Malavolta (2006) cita que na análise das estruturas celulares de plantas deficientes em

nitrogênio observa-se a presença de pequenos núcleos e de cloroplastos pequenos.

As alterações ultra-estruturais causadas pela deficiência de nitrogênio certamente terá

conseqüências negativas ao metabolismo do jequitibá-branco.

De acordo com Taiz e Zieger (2004), a desestruturação da lamela média, observada na

Figura 9, está relacionada à função do nitrogênio, juntamente com o cálcio, na formação de

pectatos de cálcio na fração da parede celular e lamela média.

As paredes celulares consistem predominantemente de polissacarídeos como celulose,

com menores quantidades de glicoproteínas estruturais, enzimas, ésteres fenólicos e

elementos minerais ligados iônica ou covalentemente. A celulose é inserida numa matriz de

pectina e esses materiais estruturais são organizados por glicoproteínas interligadas e ricas em

hidroxiprolinas que são as proteínas principais da parede celular.

Durante o crescimento da parede celular, esta será reforçada por lignina e suberina, e

por proteínas que atuam como “vigas de aço para reforçar o concreto” (MALAVOLTA,

2006).

Desta forma, a deficiência de nitrogênio afeta a síntese de proteína e,

conseqüentemente, afeta a síntese de lignina e suberina, aumentando desta forma os espaços

intercelulares (Figura 9).

6.1.2 Fósforo

As plantas de jequitibá-branco, deficiente em fósforo, mostraram-se um aumento na

concentração de grão de amido nas células e desorganização dos cloroplastos, com a má

formação das pilhas de tilacóides (granum) (Figura 11).

Houve também a desestruturação da lamela média e, por conseguinte, o aumento do

espaço intercelular (Figura 11, Foto B e Figura 13), e acúmulo de lipídios e amido nos

cloroplastos nas células das plantas do tratamento deficiente de fósforo (Figura 12).

Figura 11 - Ultra-estrutura de células do limbo foliar de jequitibá-branco submetido ao

tratamento completo (A) e tratamento com omissão de fósforo (B , C e D).

cl-cloroplastos; ga - grânulos de amido; gl - globulos de lipídeos; lm – lamela

média

Figura 12 - Ultra-estruturas de células do limbo foliar de jequitibá-branco submetido ao

tratamento completo (A e C) e tratamento com omissão de fósforo (B, D, E e

F). cl-cloroplastos; ga - grânulos de amido; gl - globulos de lipídeos; lm –

lamela média

C D

E F

Figura 13 - Secções semi-finas de folha velha de jequitibá-branco sob tratamento completo

(A) e deficiente de fósforo (B). Ed= epiderme adaxial; Eb= epiderme abaxial;

Pp= parênquima paliçadico; Pl= parênquima lacunoso; Eic= espaço

intercelular. Barra = 50 μm

Diminuição no tamanho dos cloroplastos também é um sintoma de deficiência de

fósforo, visto em Ceiba speciosa ST. HIL. (SORREANO, 2006), todavia não foi possível

verificar o mesmo fato na análise ultra-estrutural do jequitibá-branco.

Resultados semelhantes ao presente estudo foram observados por Hall et al. (1972) em

cloroplastos de folhas. Os discos de grana dos cloroplastos se mostraram muito mais longos

que os de plantas normais. Porém, o autor não observou acúmulo de amido nestas organelas.

6.1.3 Potássio

A ausência de grânulos de amido, a desorganização das pilhas de tilacóides,

rompimento da membrana dos vacúolos e projeções do conteúdo na região adjacente aos

cloroplastos e aumento nos espaços intercelulares, causado pela desestruturação da lamela

média, foram os principais sintomas da deficiência de potássio na avaliação ultra-estrutural as

plantas de jequitibá-branco (Figura 14).

Eic

Figura 14 - Ultra-estruturas de células do limbo foliar de jequitibá-branco submetido o

tratamento com omissão de potássio. cl-cloroplastos; ga - grânulos de amido;

gl - globulos de lipídeos; lm – lamela média; * projeções do conteúdo dos

cloroplastos

O aumento nos espaços intercelulares foi também sintoma da deficiência de potássio

visto nos tecidos do jequitibá-branco, com auxílio da técnica de microscopia óptica. (Figura

15).

A B

C D

Figura 15 - Secções semi-finas de folha velha de jequitibá-branco sob tratamento completo

(A) e deficiente de potássio (B). Ed= epiderme adaxial; Eb= epiderme abaxial;

Pp= parênquima paliçadico; Pl= parênquima lacunoso; Eic= espaço

intercelular. Barra = 50 μm

Na Figura 14 pode ser visto o rompimento da membrana dos vacúolos e projeções do

conteúdo na região adjacente aos cloroplastos, que é provavelmente devido a um distúrbio

provocado na regulação do potencial osmótico, causado pela deficiência de potássio

(EPSTEIN; BLOOM, 2006).

Houve comprometimento nas ultra-estruturas celulares das folhas das plantas de

jequitibá-branco deficientes de potássio, sendo que, grande parte destes sintomas de

deficiência de potássio certamente está relacionado às funções do potássio, como por

exemplo, ativação enzimática de inúmeras enzimas, síntese de proteína e produção de ATP.

(KERBAUY, 2004).

6.1.4 Cálcio

Nas células das folhas velhas das plantas deficientes em cálcio houve a

desestruturação da lamela média, os cloroplastos estavam dilatados e havendo alguns

cloroplastos com suas membranas rompidas. Além disso, houve também maior acúmulo de

grânulos de amido (Figuras 16 e 17).

Eic

-------

Figura 16 - Ultra-estruturas de células do limbo foliar de jequitibá-branco submetido ao

tratamento completo (A e C) e tratamento com omissão de cálcio (B e D). cl-

cloroplastos; ga - grânulos de amido; lm – lamela média; v- vacúolo

Figura 17 - Ultra-estruturas de células do limbo foliar de jequitibá-branco submetido ao

tratamento com omissão de cálcio (E e F). cl-cloroplastos; ga - grânulos de

amido; lm – lamela média

A B

C D

E F

A desestruturação da lamela média ocorre porque o cálcio é componente da parede

celular, além de ser também componente da membrana plasmática e funciona como

mensageiro secundário, em várias respostas da planta a sinais ambientais e hormonais

(KIRKBY; PILBEAM, 1984).

O elemento cálcio forma pectatos de cálcio na fração da parede celular e lamela média

(TAIZ; ZIEGER, 2004), sendo que a desestruturação da lamela média foi observada nas

análises da ultra-estrutura celular (Figuras 16 e 17) e nos tecidos (Figura 18) plantas de

jequitibá-branco.

Além disso, e como visto na Figura 18, a deficiência de cálcio comprometeu

drasticamente na formação do parênquima paliçadico e, também, o aumento dos espaços

intercelulares.

Diante disso, ficou evidente que a deficiência de cálcio compromete seu papel

estrutural nas plantas, pois impedirá a formação dos pectatos de cálcio que compõem a lamela

média.

Tais resultados também foram encontrados em Sorreano (2006), em seu estudo com

tecidos de folha de Ceiba speciosa St Hil. (paineira), utilizando as técnicas da microscopia

eletrônica de transmissão.

Figura 18 - Secções semi-finas de folha velha de jequitibá-branco sob tratamento completo

(A) e deficiente de cálcio (B). Ed= epiderme adaxial; Eb= epiderme abaxial;

Pp= parênquima paliçadico; Pl= parênquima lacunoso; Eic= espaço

intercelular. Barra = 50 μm

6.1.5 Magnésio

Observa-se na Figura 19, que os principais sintomas nas células das folhas velhas de

plantas deficientes em magnésio foram: alterações nos cloroplastos com rompimento da

membrana, com a acentuada desorganização e instabilidade dos tilacóides, grande número de

glóbulos de lipídeos.

Figura 19 - Fotomicrografias de ultra-estrutura de células do limbo foliar de jequitibá-branco

submetido ao tratamento completo (A) e tratamento com omissão de magnésio.

cl-cloroplastos; ga - grânulos de amido; gl - glóbulos de lipídeos; lm – lamela

média

A B

Como constatado na Figura 20, não se observou alterações significativas nos tecidos,

causados pela deficiência de magnésio das folhas de jequitibá-branco, com auxílio da técnica

de microscopia óptica.

Figura 20 - Secções semi-finas de folha velha de jequitibá-branco sob tratamento completo

(A) e deficiente de magnésio (B). Ed= epiderme adaxial; Eb= epiderme abaxial;

Pp= parênquima paliçadico; Pl= parênquima lacunoso; Eic= espaço

intercelular. Barra= 50 μm

As alterações nos cloroplastos com rompimento da membrana, com a acentuada

desorganização dos tilacóides, causadas pela deficiência de magnésio, justificam-se tendo em

vista que este elemento também é parte da estrutura da molécula de clorofila, juntamente com

o nitrogênio e outros elementos (TAIZ; ZIEGER, 2004).

Com isso, a deficiência de magnésio comprometerá a síntese de clorofila, afetando,

desta forma, a constituição e a estabilidade dos tilacóides e, conseqüentemente, haverá má

formação dos cloroplastos.

6.1.6 Enxofre

Os principais sintomas de deficiência de enxofre, que foram observados na Figura 21,

folhas novas das plantas de jequitibá-branco foram: o maior número de grânulos de amido no

interior do cloroplasto e projeções do conteúdo de amido no cloroplasto.

O maior número de grânulos de amido no interior do cloroplasto, além das projeções

do conteúdo de amido no cloroplasto, sintomas de deficiências de enxofre, pode ser

justificado pelo comprometimento de algumas etapas o processo de fotossíntese, causada pela

deficiência de enxofre, que será visto posteriormente.

Figura 21 - Fotomicrografias de ultra-estrutura de células do limbo foliar de jequitibá-branco

submetido ao tratamento completo (A) e tratamento com omissão de enxofre

(B, C e D). cl-cloroplastos; ga - grânulos de amido; lm – lamela média; v-

vacúolo

B A

ga cl

cl cl

Nenhuma alteração ultra-estrutural foi observada nos tecidos das folhas novas de

jequitibá-branco deficientes em enxofre, com auxílio da técnica de microscopia óptica.

Figura 22 - Secções semi-finas de folha nova de jequitibá-branco sob tratamento completo

(H) e deficiente de enxofre (B). Barra= 50 μm

6.2 Diagnose visual e avaliação do teor dos nutrientes

Os resultados e discussões da diagnose visual e da análise química, para determinação

química dos tecidos vegetais de folhas, caules e raízes

estão a seguir. Inicialmente serão

mostrados os resultados da análise química dos tecidos vegetais (Tabelas de 4 a 11), que

serviram para comprovar se realmente os sintomas visuais, apresentados neste estudo por

meio de fotografias, eram realmente causados pela deficiência do respectivo nutriente

mineral.

A análise de tecidos vegetais foi desenvolvida para prover informações sobre o estado

nutricional das plantas, como forma de direcionar o manejo nutricional para produções ótimas

(SMITH; LONERAGAN, 1997; DEON, 2007).

As folhas são os órgãos que mais refletem melhor o estado nutricional das plantas

(MARSCHNER, 1995).

Análise química para determinação dos teores de nutrientes realizou-se somente nas raízes das plantas de

jequitibá-branco

Tabela 4 - Teores dos macronutrientes nas folhas e caule de aroeira-pimenteira

Tratamento N P K Ca Mg S

g/kg

Folha

Completo

20 c 4,2 abcd 24 bcd 10 ab 2,7 abc 3,3 ab

Omissão de N

10 g 5,0 a 21 cde 7 bc 3,7 a 2,4 bc

Omissão de P

18 cde 1,2 e 21 cde 12 ab 3,0 abc 2,8 ab

Omissão de K

24 b 5,0 ab 4 f 15 a 3,6 ab 3,3 ab

Omissão de Ca

27 a 4,8 abc 31 a 4 c 2,0 cd 2,9 ab

Omissão de Mg

28 a 5,2 a 29 ab 13 ab 0,9 d 3,3 ab

Omissão de S

15 f 3,0 d 16 e 9 bc 2,5 bc 1,4 c

Omissão de B

18cde 3,3 bcd 17 e 10 ab 2,2 c 2,6 b

Omissão de Cu

17 def 3,4 abcd 17 e 10 ab 2,2 c 2,7 b

Omissão de Fe

19 c 3,5 abcd 19 de 12 ab 2,6 abc 3,2 ab

Omissão de Mn

19 c 4,4 abcd 25 bc 11 ab 2,8 abc 3,7 a

Omissão de Mo

16 ef 3,3 cd 18 e 9 bc 2,2 c 2,7 ab

Omissão de Zn

19 cd 4,4 abcd 21 cde 11 ab 3 abc 3,4 ab

CV (%) 4 15 9 19 14 12

Valor de F

(2)

105 * 11 * 43 * 6 * 10 * 8 *

DMS 4 2 5 6 1 1

Caule

Completo

6 de 2, 9abc 9 de 2,1 de 0,8 abc 0,6 ab

Omissão de N

3 e 2,9 abc 16 b 2,3 de 1,0 ab 0,9 ab

Omissão de P

6 cde 0,4 e 10 de 3,6 bcd 0,9 ab 1,0 a

Omissão de K

11 b 2,8 abc 3 g 4,4 bc 0,9 ab 0,8 ab

Omissão de Ca

16 a 3,3 ab 13 c 1,6 e 0,7 abc 0,8 ab

Omissão de Mg

9 bc 3,6 a 19 a 7,5 a 0,3 c 1,0 a

Omissão de S

5 de 2,2 cd 8 ef 2,7 cde 0,9 abc 0,3 b

Omissão de B

5 de 2,6 bcd 8 ef 3,0 cde 0,6 bc 0,5 ab

Omissão de Cu

4 e 2,0 cd 8 ef 3,7 bcd 0,5 bc 0,5 ab

Omissão de Fe

6 de 2,4 bcd 9 def 3,2 cde 0,8 abc 0,6 ab

Omissão de Mn

7 cd 3,6 a 11 cd 5,3 b 1,2 a 0,9 a

Omissão de Mo

5 de 2,0 cd 7 f 3,0 cde 0,5 bc 0,5 ab

Omissão de Zn

6 de 1,7 d 8 ef 2,9 cde 0,5 bc 0,6 ab

CV (%) 15 13 9 17 26 29

Valor de F

(2)

34 * 21 * 58 * 20 * 5 * 4 *

DMS 3 1 3 2 1 1

(1) As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. (2) * significativo ao nível de 5% de

probabilidade.

Tabela 5 – Teores dos micronutrientes nas folhas e caule de aroeira-pimenteira

Tratamento B Cu Fe Mn Zn

mg/kg

Folha

Completo 16 b

(1)

4 ab 291 ab 33 bcd 20 ab

Omissão de N 17 b 3 ab 285 ab 54 a 23 ab

Omissão de P 18 b 3,8 ab 190 b 33 bcd 20 ab

Omissão de K 25 ab 4,3 ab 284 ab 32 cd 21 ab

Omissão de Ca 30 a 5,5 a 351 a 40 bc 25 a

Omissão de Mg 24 ab 5,6 a 303 ab 43 b 22 ab

Omissão de S 20 b 5,4 a 283 ab 31 cd 17 abc

Omissão de B 9 c 3,5 ab 276 ab 31 cd 18 abc

Omissão de Cu 20 ab 3,3 b 250 ab 27 d 15 bc

Omissão de Fe 21 ab 3,5 ab 122 c 39 bc 23 ab

Omissão de Mn 25 ab 4,8 ab 358 a 16 e 23 ab

Omissão de Mo 19 b 3,0 ab 247 ab 33 bcd 17 abc

Omissão de Zn 19 b 3,8 ab 258 a 32 bcd 9 c

CV (%) 15 31 18 10 15

Valor de F

(2)

5 * 3 * 2 * 18 * 6*

DMS 9 4 151 11 9

Caule

Completo 9 b 2,2ab 55b 7 cd 17 bc

Omissão de N 10 ab 2,5ab 74a 16 b 22 bc

Omissão de P 9 b 1,9ab 44b 7 cd 13 bcd

Omissão de K 9 b 2,2ab 55b 6 cd 24 b

Omissão de Ca 13 a 3,2a 50b 15 a 43 a

Omissão de Mg 10 ab 2,5ab 51b 8 c 18 bc

Omissão de S 9 b 2,3ab 44b 6 cd 14 bcd

Omissão de B 9 b 2,6ab 56b 6 cd 15 bcd

Omissão de Cu 8 b 1,9b 56b 6 cd 11 cd

Omissão de Fe 9 b 3,0a 40b 6 cd 20 bc

Omissão de Mn 14 a 2,8ab 53b 4 d 22 b

Omissão de Mo 8 b 1,2ab 44b 7 cd 13 bcd

Omissão de Zn 11 ab 1,4ab 53b 7 cd 5d

CV (%) 13 40 11 15 19

Valor de F

(2)

6 * 3 * 7 * 63 * 19 *

DMS 4 3 16 4 11

(1) As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. (2) * significativo ao nível de 5% de

probabilidade.

Tabela 6 - Teores dos macronutrientes nas folhas e caule de baba-de-boi

Tratamento N P K Ca Mg S

g/kg

Folha

Completo

20 b 4,8 a 21 abc 18 bc 3,0 b 1,2 ab

Omissão de N

7 c 3,5 ab 29 a 11 de 1,7 bcd 0,6 bc

Omissão de P

20 b 1,0 b 14 cd 23 ab 2,9 bc 0,9 abc

Omissão de K

23 ab 5,8 a 12 d 27 a 7,6 a 1,6 a

Omissão de Ca

28 ab 4,7 a 22 abc 8 e 7,4 a 1,6 a

Omissão de Mg

24 ab 3,9 ab 23 abc 21 ab 1,3 d 1,0 abc

Omissão de S

32 a 5,3 a 27 abc 10 de 2,1 bcd 0,4 c

Omissão de B

29 ab 4,2 ab 29 ab 11 de 1,6 bcd 1,1 abc

Omissão de Cu

24 ab 4,5 a 24 abc 10 de 1,5 cd 1,1 abc

Omissão de Fe

24 ab 5,2 a 23 abc 14 cde 1,6 bcd 1,2 ab

Omissão de Mn

25 ab 6,0 a 26 abc 14 cde 1,9 bcd 1,2 ab

Omissão de Mo

23 ab 3,7 ab 14 bcd 22 ab 2,5 bcd 0,9 abc

Omissão de Zn

25 ab 6,2 a 26 abc 16 bcd 2,2 bcd 1,2 ab

CV (%) 14 24 23 15 17 23

Valor de F

(2)

10 * 5 * 4 * 19 * 55 * 5 *

DMS 10 3 15 7 1 1

Caule

Completo

5 gh 1,7 cd 9 de 2,9 ab 1,0 ab 0,3 c

Omissão de N

5 gh 1,9 abcd 14 ab 1,6 cd 1,3 ab 0,2 c

Omissão de P

9 bcd 0,3 e 10 cde 2,5 abcd 0,8 bc 0,2 c

Omissão de K

10 b 2,2 ab 4 f 2,7 abc 1,3 ab 0,5 ab

Omissão de Ca

17 a 2,3 a 16 a 1,4 d 1,6 a 0,6 a

Omissão de Mg

7 cdef 1,8 bcd 10 cde 3,5 a 0,4 c 0,3 c

Omissão de S

8 cde 1,8 bcd 11 dce 2,4 bcd 0,9 bc 0,3 c

Omissão de B

9 bc 1,9 abcd 12 bc 3,3 ab 1,2 ab 0,4 bc

Omissão de Cu

7 defg 2,1 abc 10 cde 2,9 ab 1,0 ab 0,4 bc

Omissão de Fe

6 fgh 1,5 d 8 e 2,8 ab 0,9 bc 0,3 c

Omissão de Mn

6 efgh 2,0 abc 9 cde 3,1 ab 1,3 ab 0,4 bc

Omissão de Mo

5 gh 1,9 abcd 10 cde 2,9 ab 0,9 bc 0,3 bc

Omissão de Zn

10 b 2,2 a 12 bcd 2,8 ab 1,3 ab 0,4 bc

CV (%) 8 8 10 13 19 18

Valor de F

(2)

79* 40 * 23 ** 8 * 7 * 9 *

DMS 2 1 3 1 1 0

(1) As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. (2) * significativo ao nível de 5% de

probabilidade.

Tabela 7 - Teores dos micronutrientes nas folhas e caule de baba-de-boi

Tratamento B Cu Fe Mn Zn

mg/kg

Folha

Completo 69 bcd 6,0 ab 240 abc 25 bc 27 abc

Omissão de N 80 abcd 5,1 bc 336 ab 30 bc 23 bcd

Omissão de P 66 bcd 4,4 bc 300 abc 36 b 21 bcd

Omissão de K 109 a 5,8 ab 466 a 96 a 25 bcd

Omissão de Ca 95 ab 8,7 a 444 a 74 a 37 a

Omissão de Mg 73 ab 4,9 bc 296 abc 31 b 17 cd

Omissão de S 48 de 5,7 ab 259 bc 22 bc 24 bcd

Omissão de B 31 e 4,6 bc 115 bc 27 bc 29 ab

Omissão de Cu 95 ab 2,4 c 118 bc 23 bc 27 abc

Omissão de Fe 71 bcd 6,5 ab 94 d 26 bc 25 bcd

Omissão de Mn 57 cde 5,0 bc 155 bc 6 d 27 bc

Omissão de Mo 82 abc 4,9 bc 233 abc 42 b 27 abc

Omissão de Zn 83 abc 3,9 bc 108 bc 39 b 16 d

CV (%) 15 20 33 22 15

Valor de F

(2)

11 * 6 * 7 * 26 * 6 *

DMS 33 3 241 24 11

Caule

Completo 7 b 2,5 de 42 ab 6 cde 6 cd

Omissão de N 8ab 2,9 bcde 62 a 11 b 7 cd

Omissão de P 6 b 2,5 de 44 ab 5 cde 5 cd

Omissão de K 8 ab 5,0 abc 59 ab 7 c 11 ab

Omissão de Ca 10a 5,5 a 72 a 18 a 12a

Omissão de Mg 7 b 3,9 abcd 48 ab 3 ef 6 cd

Omissão de S 6 b 3,6 abcd 64 a 4 def 5 cd

Omissão de B 6 b 4,0 abcd 48 ab 7 cd 8 bc

Omissão de Cu 6 b 0,9 e 52 ab 6 cde 8 bc

Omissão de Fe 6 b 2,8 cde 27 b 5 cde 7 c

Omissão de Mn 6 b 5,2 ab 74 a 2 f 7 bc

Omissão de Mo 6 b 2,2 de 42 ab 5 cde 7 cd

Omissão de Zn 7b 3,1 bcde 51 ab 6 cd 4 d

CV (%) 13 23 22 15 16

Valor de F

(2)

5 * 9 * 4 * 51 * 12 *

DMS 3 2 35 3 3

(1) As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. (2) * significativo ao nível de 5% de

probabilidade.

Tabela 8 - Teores dos macronutrientes nas folhas e caule de jequitibá-branco

Tratamento N P K Ca Mg S

g/kg

Folha

Completo

31 ab 6 bc 21 a 20,8 a 4 b 4,9 c

Omissão de N

9 e 1,2 g 15 c 20,1 a 3,3 b 2,7 d

Omissão de P

23 cd 0,4 g 16 bc 21,5 a 2,6 bc 3,1 d

Omissão de K

20 d 3,3 ef 2 d 21,7 a 3 b 2,5 de

Omissão de Ca

32 a 5 cd 22 a 4,3 b 6a 5,2 bc

Omissão de Mg

26 bc 5,4 bcd 19 abc 19,9 a 1,6 c 3,1 d

Omissão de S

25 c 3,1 f 16 bc 18,7 a 3,4b 1,3 e

Omissão de B

24 bc 6,6 b 21 ab 18,1 a 3,5 b 3,2 d

Omissão de Cu

26 bc 4,6 de 17 abc 19,1 a 3,3 b 6,6 a

Omissão de Fe

23 cd 4,9 cd 16 bc 19,3 a 2,9 bc 6,3 ab

Omissão de Mn

22 cd 5,3 bcd 21 ab 21,2 a 2,8 bc 6,6 a

Omissão de Zn

24 cd 8,2 a 20 ab 19,7 a 2,7 bc 6,2 abc

CV (%) 7 10 11 9 15 11

Valor de F

(2)

34 * 79 * 30 * 21 * 14 * 46 *

DMS 5 1 5 5 1 1

Caule

Completo

20 ab 7,4 b 20 bc 15 ab 4,6 bc 3,5 cd

Omissão de N

7 d 2,5 ef 16 cd 13 b 2,8 de 2,6 de

Omissão de P

20 ab 1 f 17 cd 15 ab 3,1 de 3,1 d

Omissão de K

21 ab 2,7 def 11 d 25 a 3,7 cd 3,0 d

Omissão de Ca

12cd 3,8 cde 27 a 2 c 6,4 a 6,6 a

Omissão de Mg

20 ab 3,6 cdef 18 c 13 bc 2,1 e 2,9 d

Omissão de S

19 ab 3,5 cdef 18 c 18 ab 4,5 bc 1,6 e

Omissão de B

16 bc 6 bc 17 cd 15 ab 3,5 bc 2,7 de

Omissão de Cu

24 a 5,3 bcd 17 cd 12 bc 3,6 cd 4,7 bc

Omissão de Fe

25 a 4,6 cde 26 ab 12 bc 5,3 ab 4,7 cd

Omissão de Mn

24 a 4,3 cde 20 bc 11 bc 3,5 cd 5,0 b

Omissão de Zn

21 ab 12,5 a 21 cd 14 b 4,1 bcd 5,5 ab

CV (%) 10 19 11 27 12 11

Valor de F

(2)

21 * 31 * 11 * 6 * 17 * 39 *

DMS 6 3 6 11 1 1

(1) As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. (2) * significativo ao nível de 5% de

probabilidade.

Tabela 9 - Teores dos macronutriente nas raízes de jequitibá-branco

Tratamento N P K Ca Mg S

g/kg

Raiz

Completo

16 ab 6,4 ab 21 ab 18 b 3,7 b 4,6 bcd

Omissão de N

6 c 3,7 cd 18 bc 16 b 3 b 2,8 ef

Omissão de P

18 a 1,2 e 16 bc 18 b 4 ab 4 cde

Omissão de K

19 a 4,8 bcd 8 d 25 a 3,3 b 4,3 cde

Omissão de Ca

17 ab 5,1 bcd 26 a 7 c 5,2 a 6,7 a

Omissão de Mg

16 ab 4,8 bcd 17 bc 16 b 1,7 c 3,1 ef

Omissão de S

15 ab 5,8 bc 17 cd 17 b 4 ab 2 f

Omissão de B

14 ab 4,4 bcd 18 cd 19 b 3,7 b 3,7 de

Omissão de Cu

13 b 5,3 bcd 18 cd 17 b 3,5 b 5,3 abc

Omissão de Fe

18 ab 5,2 bcd 19 b 17 b 3,1 b 5,3 abc

Omissão de Mn

14 ab 3,4 de 18 bc 18 b 3,3 b 5,3 abc

Omissão de Zn

16 ab 8,6 a 13 c 19 b 3,2 b 6 ab

CV (%) 12 15 10 8 12 12

Valor de F

(2)

10 * 16 * 16 * 22 * 10 * 21 *

DMS 5 2 6 4 1 2

(1) As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si.

Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. (2) * significativo ao nível de

5% de probabilidade.

Tabela 10 - Teores dos micronutrientes nas folhas e caule de jequitibá-branco

Tratamento B Cu Fe Mn Zn

mg/kg

Folha

Completo 71 a 8,1 bc 353 bcd 37 abc 26 bc

Omissão de N 38 f 4,1 de 281 d 40 abc 25 c

Omissão de P 52 bcde 3,8 de 296 d 29 c 25 c

Omissão de K 51 cdef 3,4 de 341 cd 31 bc 27 bc

Omissão de Ca 45 def 4,6 de 437 abc 44 ab 34 ab

Omissão de Mg 62 abc 5,8 cd 359 bcd 39 abc 29 abc

Omissão de S 59 abcd 5,9 cd 330 cd 48 a 26 bc

Omissão de B 13 g 5,9 cd 350 bcd 40 abc 23 c

Omissão de Cu 46 def 2,1 e 472 a 47 a 37 a

Omissão de Fe 43 ef 4,3 de 68 e 42 abc 30 abc

Omissão de Mn 44 ef 11,1 ab 457 ab 5 d 31 abc

Omissão de Zn 66 ab 12,0 a 347 bcd 45 a 7 d

CV (%) 10 19 11 12 11

Valor de F

(2)

29,7 * 20,9 * 23,2 * 18,9 * 19,2 *

DMS 14 3 111 14 9

Caule

Completo 35 bc 10,4 bc 161 b 43 abcd 26 c

Omissão de N 25 c 9,4 cde 151 b 51 abc 25 c

Omissão de P 29 bc 8,3 cdef 164 b 49 abcd 29 bc

Omissão de K 35 bc 6 f 150 b 37 cd 22 cd

Omissão de Ca 32 bc 8,2 cdef 271 a 51 ab 42 a

Omissão de Mg 33 bc 7 ef 190 b 36 d 31 bc

Omissão de S 35 bc 8 cdef 151 b 42 abcd 27 bc

Omissão de B 9 d 7,6 def 186 b 37 cd 24 cd

Omissão de Cu 27 bc 2,4 g 165 b 54 ab 37 ab

Omissão de Fe 26 bc 10 bcd 70 c 41 bcd 26 c

Omissão de Mn 28 bc 13 a 271 a 8 e 26 c

Omissão de Zn 49 a 12,4 ab 192 b 55 a 14 d

CV (%) 11 10 14 11 13

Valor de F

(2)

22 * 31 * 14 * 22 * 11 *

DMS 10 3 73 14 10

(1) As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. (2) * significativo ao nível de 5% de

probabilidade.

Tabela 11 - Teores dos micronutrientes nas raízes de jequitibá-branco

Tratamento B Cu Fe Mn Zn

mg/kg

Raiz

Completo 35 b 13 a 148 d 41 b 30 bcd

Omissão de N 30 bc 12 ab 136 d 34 b 27 cd

Omissão de P 32 bc 11 ab 141 d 31 b 23 d

Omissão de K 30 bc 14 a 141 d 30 b 24 d

Omissão de Ca 27 c 11 ab 192 c 54 a 37 a

Omissão de Mg 29 bc 11 ab 155 d 38 b 28 bcd

Omissão de S 30 bc 11 ab 149 d 34 b 32 abc

Omissão de B 13 d 12 ab 140 d 34 b 32 abc

Omissão de Cu 32 bc 4 c 224 b 53 a 35 ab

Omissão de Fe 28 c 10 b 92 e 31 b 29 bcd

Omissão de Mn 28 c 13 ab 260 a 9 c 27 bcd

Omissão de Zn 46 a 14 a 148 d 52 a 11 e

CV (%) 8 12 6 11 9

Valor de F

(2)

30 * 12 * 59 * 29 * 20 *

DMS 7 4 29 12 7

(1) As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. (2) * significativo ao nível de 5% de

probabilidade.

6.2.1 Nitrogênio

As plantas de aroeira-pimenteira, submetidas ao tratamento carente em nitrogênio,

sofreram redução no teor desse nutriente nas folhas e nos caules, respectivamente 10 g kg

-1

e 3

g kg

-1

, quando comparado ao tratamento completo, cujas folhas tinham teor médio de 20 g kg

e os caules o teor médio de 6 g kg

-1

(Tabela 4).

O mesmo não ocorreu com as plantas de baba-de-boi que até sofreram redução no teor

de nitrogênio nas folhas (7 g kg

-1

), quando comparadas às mudas do tratamento completo (20

g kg

-1

), mas estatisticamente o teor de nitrogênio dos caules das plantas deficientes em

nitrogênio não diferiu do teor das plantas submetidas ao tratamento completo, sendo o valor

de ambos os teores de 5 g kg

-1

(Tabela 6).

Nas plantas de jequitibá-branco, deficientes em nitrogênio, os teores de nitrogênio nas

folhas, caules e raízes, que foram, respectivamente, 9 g kg

-1

, 7 g kg

-1

e 6 g kg

-1

, foram

menores que os teores determinados nos mesmos órgãos do tratamento completo, que foram,

respectivamente, 31 g kg

-1

, 20 g kg

-1

e 16 g kg

-1

(Tabelas 8 e 9).

A carência de nitrogênio causou clorose nas folhas mais velhas, nas três espécies

florestais nativas deste estudo, a partir do terceiro mês após transplantio das mudas para os

vasos, com tratamento carente em nitrogênio.

As plantas de aroeira-pimenteira e baba-de-boi mostraram clorose generalizada, ou

seja, amarelamento das folhas novas e velhas (Figuras 23 e 24), além da senescência precoce

da folhas. Nas plantas de jequitibá-branco (Figuras 25 e 26) houve clorose generalizada,

todavia não houve a senescência das folhas mais velhas a partir no quarto mês.

Tais resultados são semelhantes aos de Silva e Muniz (1995), que estudando a espécie

florestal Cedrela fissillis, constaram que a ausência de nitrogênio resultou em coloração verde

citrina nas folhas mais velhas e posterior amarelecimento generalizado. A omissão de

nitrogênio causou clorose nas folhas mais velhas no terceiro mês após o transplante, e no

quarto mês as plantas mostraram clorose generalizada, como visto também com as três

espécies florestais nativas deste estudo.

Além dos sintomas anteriormente citados, clorose marginal (Figura 23, Foto C),

manchas necróticas (Figura 24, Fotos B e D) e as raízes pouco desenvolvidas também foram

sintomas de deficiências de nitrogênio observados nas espécies aroeira-pimenteira e baba-de-

boi.

A deficiência em nitrogênio é a causa mais provável da clorose uniforme nas folhas

das dicotiledôneas (MALAVOLTA, 2006).

A clorose uniforme nas folhas das plantas deficiente em nitrogênio pode ser explicada

pela diminuição da síntese de clorofila ou pela decomposição dos protídeos em compostos

mais simples.

Segundo Kramer e Koslowski (1960), a deficiência de nitrogênio é motivada pela

diminuição da síntese de quantidades normais de clorofila resultando em clorose das folhas,

que tem início nas folhas mais velhas.

Malavolta (2006) explica que as folhas amareladas é o resultado da proteólise, ou seja,

da decomposição dos protídeos em compostos mais simples. A conseqüência, à longo prazo,

do amarelamento das folhas é a senescência (envelhecimento) e queda precoce das folhas.

Como componente de constituintes celulares, incluindo aminoácidos e ácidos

nucléicos, a deficiência do nitrogênio retarda o crescimento e promove o amarelecimento das

folhas (clorose).

As folhas velhas são as primeiras a manifestar clorose, pois os compostos nitrogenados

são mobilizados nas folhas maduras, sofrem protólise e são translocados para as regiões de

crescimento. Se a deficiência persistir, as folhas mais velhas ficam completamente amarelas,

secam e caem da planta.

Quando o suprimento de nitrogênio está abaixo do ótimo, o crescimento é retardado e

o nitrogênio é remobilizado das folhas mais velhas para as mais novas (MALAVOLTA;

VITTI; OLIVEIRA, 1997). Assim os sintomas típicos de deficiência de nitrogênio podem ser

observados primeiramente nas folhas mais velhas.

Segundo Marschner (1995), o sistema radicular de plantas com deficiência de

nitrogênio são mais comprido e menos ramificado. Todavia, tal fato não foi observado em

nenhuma das espécies florestais nativas do presente trabalho.

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Nitrogênio

Aroeira-pimenteira

Figura 23 - Comparação de folha de planta de aroeira-pimenteira deficiente em nitrogênio e

sob tratamento completo (A, D e F). Folíolos velhos (D), Folhas novas (C) e

intermediárias (E) amareladas

A B

- N

COMPLETO

E F

- N

COMPLETO

Cordia superba Cham. Deficiência de Nitrogênio

Baba-de-boi

Figura 24 - Planta de baba-de-boi deficiente em nitrogênio (B e C) e sob tratamento completo

(A). Folha velha amarelada (clorose) de planta deficiente em nitrogênio

comparada à folha velha de planta sob tratamento completo (D)

COMPLETO - N

A B

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Nitrogênio

Jequitibá-branco

]

Figura 25 - Folhas novas de plantas de jequitibá-branco deficientes em nitrogênio (B, D e E) e

sob tratamento completo (A, C e F)

A B

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Nitrogênio

Jequitibá-branco

Figura 26 - Folhas novas (A e B) e velhas (C e D) de plantas de jequitibá-branco deficiente

em nitrogênio (B, C e D) e sob tratamento completo (A)

A B

C D

6.2.2.2 Fósforo

Submetidas ao tratamento carente em fósforo, as plantas de aroeira-pimenteira

sofreram redução nos teores desse nutriente nas folhas e nos caules, cujos valores foram,

respectivamente, 1,2 g kg

-1

e 0,4 g kg

-1

, quando comparados às plantas submetidas ao

tratamento completo, cujas folhas tinham teor médio de fósforo de 4,2 g kg

-1

e nos caules o

teor médio foi de 2,9 g kg

-1

(Tabela 4). Também houve redução no teor desse nutriente nas

folhas e nos caules das plantas de baba-de-boi, cujas folhas e caule tinham teor de fósforo de

1 g kg

-1

e 0,3 g kg

-1

, respectivamente, sendo que as folhas e o caule do tratamento completo

tinham teor de fósforo de 4,8 g kg

-1

e 1,7 g kg

-1

, respectivamente, como visto na Tabela 6.

Com relação às plantas jequitibá-branco, deficientes em fósforo, os teores deste nutriente nas

folhas, caules e raízes, que foram respectivamente 0,4 g kg

-1

; 1 g kg

-1

e 1,2 g kg

-1

, diferiram

estatisticamente e apresentaram teores de fósforo menores aos das plantas submetidas ao

tratamento completo, cujos teores de fósforo nas folhas, caules e raízes foram,

respectivamente, 6 g kg

-1

; 7,4 g kg

-1

e 6,4 g kg

-1

(Tabelas 8 e 9).

Ápice caulinar (gema apical) necrosado e conseqüente ramificação do ápice das

plantas, folhas deformadas, lanceoladas (Figura 27), com o ângulo foliar mais estreito, e

pontos de necrose no limbo (Figura 29) e folhas novas com clorose (Figura 30) foram os

principais sintomas visuais de deficiência de fósforo nas plantas das três espécies estudadas.

O comprometimento no desenvolvimento radicular também foi um sintoma de

deficiência de fósforo, uma vez que as plantas das três espécies florestais nativas

desenvolvidas em solução deficiente em fósforo estavam com raízes pequenas (Figuras 28, 29

e 30).

Além dos sintomas descritos, Mengel et al. (2001) comentaram que o crescimento

reduzido, folhas velhas com coloração verde-escura ou azul-esverdeada, pigmentos vermelhos

ou marrons nas folhas, início do florescimento retardado, redução no número de frutos e

sementes e, caule avermelhado nas culturas anuais, também são alguns sintomas de

deficiência de fósforo nas plantas.

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Fósforo

Aroeira-pimenteira

Figura 27 - Ápice caulinar (gema apical) de planta de aroeira-pimenteira deficiente de fósforo

(B e C) e sob tratamento completo (A). Folha de planta deficiente em fósforo (D)

e comparação entre folíolos de plantas deficientes em fósforo e nitrogênio e sob

tratamento completo (E e F)

A B

COMPLETO -N -P

-N COMPLETO -P

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Fósforo

Aroeira-pimenteira

Figura 28 - Comparação entre raízes de plantas de aroeira-pimenteira sob tratamento

completo (A) e deficiente de fósforo (B)

B A

Cordia superba Cham. Deficiência de Fósforo

Baba-de-boi

Figura 29 - Folhas velhas (A e B) de plantas de baba-de-boi deficientes em fósforo.

Comparação entre raiz de plantas sob tratamento completo e deficiente em

fósforo (C e D)

A B

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Fósforo

Jequitibá-branco

Figura 30 - Comparação entre raiz (A) e folhas novas (B, C e D) de plantas de jequitibá-

branco deficientes em fósforo

A B

C D

COMPLETO

- P

6.2.2.3 Potássio

As plantas das três espécies florestais nativas, a aroeira-pimenteira, a baba-de-boi e o

jequitibá-branco, submetidas ao tratamento carente em potássio sofreram redução no teor de

potássio nas folhas, nos caules e nas raízes (Tabelas 4, 6, 8 e 9).

Os teores médios de potássio nas folhas e caules das plantas de aroeira-pimenteira

deficientes de potássio foram respectivamente 4 g kg

-1

e 3 g kg

-1

, enquanto nos mesmos

órgãos das plantas da mesma espécie sob tratamento completo foram respectivamente 24 g kg

e 9 g kg

-1

(Tabela 4).

Nas plantas de baba-de-boi deficientes de potássio, os teores médios de potássio nas

folhas e nos caules foram respectivamente 12 g kg

-1

e 4 g kg

-1

, enquanto que os teores foliares

das plantas do tratamento completo foram 21 g kg

-1

e 9 g kg

-1

. (Tabela 6).

Nas plantas de jequitibá-branco deficientes de potássio, cujos teores médios

encontrados nas folhas, caules e raízes foram respectivamente 2 g kg

-1

, 11 g kg

-1

e 8 g kg

-1

foram estatisticamente menores que os teores determinados nas plantas desta espécie sob

tratamento completo: as folhas de 21 g kg

-1

, nos caules de 20 g kg

-1

e nas raízes de 21 g kg

-1

(Tabelas 8 e 9).

Folhas novas deformadas, (Figura 31 e 33), folhas velhas com clorose (Figura 30),

enrugamento das folhas novas e velhas (Figuras 31 e 33) e colapso no pecíolo (Figuras 30 e

31), foram os sintomas de deficiência de potássio mais comuns encontrados entre as três

espécies florestais nativas.

Observou-se que, com a severidade da deficiência de potássio, nas três espécies

florestais nativas houve a queda das folhas velhas e intermediárias, decorrente do colapso dos

pecíolos, além de cessar o crescimento das plantas deficientes em potássio.

O potássio podendo ser remobilizado para as folhas mais jovens, os sintomas de

deficiência aparecem inicialmente nas folhas mais velhas, localizadas da base da planta, como

uma clorose que evolui para necrose, principalmente nas margens e entre nervuras (TAIZ;

ZIEGER, 2004).

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Potássio

Aroeira-pimenteira

Figura 31 - Folíolos de folha nova (A e B), folha intermediária (C) e velha (D, E e F) de

plantas de aroeira-pimenteira deficientes em potássio. Comparação entre folha

velha deficiente em potássio e sob tratamento completo (D)

A B

C D

COMPLETO - K

Cordia superba Cham. Deficiência de Potássio

Baba-de-boi

Figura 32 - Comparação entre plantas de baba-de-boi deficientes em potássio e sob tratamento

completo (A, B, C e D)

A B

COMPLETO

- K COMPLETO

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Potássio

Jequitibá-branco

Figura 33 - Folhas novas (A e B) e velhas (C e D) de plantas de jequitibá-branco sob

tratamento completo (A e E) e deficientes em potássio (B, C e D)

D E

A B C

6.2.2.4 Cálcio

As plantas de aroeira-pimenteira, submetidas ao tratamento carente em cálcio,

sofreram redução nos teores desse nutriente nas folhas e nos caules, que foram

respectivamente 4 g kg

-1

e 1,6 g kg

-1

, quando comparados ao tratamento completo, cujas

folhas tinham teor médio de 10 g kg

-1

e os caules o teor médio de 2,1 g kg

-1

(Tabela 4).

Esta constatação se repetiu com as plantas de baba-de-boi que sofreram redução no

teor médio de cálcio nas folhas (8 g kg

-1

) e nos caules (1,4 g kg

-1

), quando comparado ao

tratamento completo, cujas folhas tiveram teor médio de cálcio de 18 g kg

-1

e os caules de 2,9

g kg

-1

(Tabela 6).

Nas plantas de jequitibá-branco deficientes em cálcio, os teores médios de cálcio nas

folhas, caules e raízes, que foram, respectivamente, 4,3 g kg

-1

; 2 g kg

-1

e 7 g kg

-1

, foram

menores quando comparados às plantas submetidas ao tratamento completo, cujos teores

médios de cálcio nas folhas, caules e raízes foram, respectivamente, 21 g kg

-1

; 15 g kg

-1

e 18 g

-1

(Tabelas 8 e 9).

Os sintomas mais comuns da deficiência de cálcio encontrados nas três espécies

florestais nativas foram: folhas velhas e novas deformadas e filiformes (Figura 34), necrose

nas bordas das folhas mais velhas, clorose e pigmentação avermelhada no limbo das folhas

velhas (Figura 35) e colapso no pecíolo (Figura 36) e, com a evolução dos sintomas de

carência de cálcio houve a queda das folhas.

Segundo Taiz e Zieger (2004), os sintomas de deficiência de cálcio aparecem primeiro

nas folhas jovens, as quais ficam deformadas e cloróticas, podendo chegar ao estágio de

necrose das margens. O sistema radicular pode apresentar-se com cor marrom, curto e

altamente ramificado.

Barroso et al. (2005), em estudo sobre deficiência nutricional em plantas de teca

(Tectona grandis), na ausência de cálcio, observaram-se redução drástica do crescimento,

clorose internerval, encarquilhamento e necrose das folhas (Figura 1), sintomas semelhantes

aos das espécies estudadas no presente trabalho. Além dos sintomas de deficiência de cálcio

mencionados, Barroso et al. (2005) constataram a morte da gema apical, paralisação de

emissão de raízes novas e apodrecimento das raízes secundárias.

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Cálcio

Aroeira-pimenteira

Figura 34 - Folhas novas (A e E), intermediárias (D) e velhas (B e C) de plantas de aroeira-

pimenteira deficientes em fósforo e do tratamento completo (C). Raiz de plantas

sob tratamentos completo (F) e deficiente em cálcio (G)

A B

- Ca COMPLETO

Cordia superba Cham. Deficiência de Cálcio

Baba-de-boi

Figura 35 - Comparação entre folhas e plantas de baba-de-boi sob tratamentos completo e

deficiente de cálcio (A, C e E). Folha (B) e ápice caulinar (D) de plantas

deficientes em cálcio

- Ca COMPLETO

C D

- Ca COMPLETO - Ca COMPLETO

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Cálcio

Jequitibá-branco

Figura 36 - Folhas velhas de plantas de jequitibá-branco deficientes em cálcio (B, C e D) e

comparação entre folhas sob tratamentos completo e deficiente em cálcio (A)

A B

C D

- Ca COMPLETO

6.2.2.5 Magnésio

As plantas aroeira-pimenteira, submetidas ao tratamento carente em magnésio,

sofreram redução no teor desse nutriente nas folhas (0,9 g kg

-1

) quando comparado ao

tratamento completo, que foi de 2,7 g kg

-1

(Tabela 4).

As plantas de baba-de-boi sofreram redução no teor de magnésio das folhas (1,3 g kg

-1

)

e dos caules (0,4 g kg

-1

), quando comparado com o teor do tratamento completo, que foi de 1

g kg

-1

. (Tabela 6).

Já com relação às plantas de jequitibá-branco deficientes em magnésio, cujos teores

foram determinados nas folhas, caules e raízes, que foram, respectivamente, 1,6 g kg

-1

, 2,1 g

-1

e 1,7 g kg

-1

, diferiram estatisticamente e apresentaram teores de magnésio menores aos

das plantas submetidas ao tratamento completo, cujos teores nas folhas, caules e raízes foram,

respectivamente, 4 g kg

-1

, 4,6 g kg

-1

e 3,7 g kg

-1

(Tabelas 8 e 9).

Clorose internerval (Figuras 37, 38 e 39) e aparecimento de manchas brancas e

necróticas nas folhas mais velhas (Figuras 37 e 39) foram os principais sintomas de

deficiência de magnésio nas três espécies nativas estudadas.

O sintoma característico da deficiência de magnésio, descrito na literatura, é a clorose

entre as nervuras foliares, ocorrendo primeiro nas folhas mais velhas, devido à mobilidade

deste nutriente (MARSCHNER, 1995).

A ausência de magnésio causou clorose entre as nervuras e posteriormente

aparecimento de manchas claras por toda folha em Gmellina arbórea, segundo Haag et al.

(1981).

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Magnésio

Aroeira-pimenteira

Figura 37 - Folíolos das folhas velhas (A, B e C) de plantas de aroeira-pimenteira deficientes

em magnésio. Comparação entre planta deficiente em magnésio e sob tratamento

completo (D)

-Mg COMPLETO

A B

C D

Cordia superba Cham. Deficiência de Magnésio

Baba-de-boi

Figura 38 - Folhas d

e baba-de-boi deficientes em magnésio (A, C, E e F). Comparação entre

folhas deficientes em magnésio e sob tratamento completo (B e D)

A B

C D

E F

- Mg COMPLETO

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Magnésio

Jequitibá-branco

Figura 39 - Folhas velhas de plantas de jequitibá-branco deficientes em magnésio (A, B, C e

A B

C D

6.2.2.6 Enxofre

As plantas de aroeira-pimenteira, submetidas ao tratamento carente em enxofre,

sofreram redução no teor desse nutriente nas folhas (1,4 g kg

-1

) em relação ao tratamento

completo (3,3 g kg

-1

), mas estatisticamente não sofreram redução dos teores médios de

enxofre no caule (0,3 g kg

-1

), em relação às plantas submetidas ao tratamento completo (0,6 g

-1

) (Tabela 4).

Isso se repetiu com as plantas de baba-de-boi que sofreram redução no teor de enxofre

nas folhas (0,4 g kg

-1

) em relação ao tratamento completo (1,2 g kg

-1

), mas estatisticamente

não sofreram redução dos teores médios de enxofre no caule (0,3 g kg

-1

), em relação

tratamento completo (0,3 g kg

-1

) (Tabela 6).

Diferente das plantas de aroeira-pimenteira e baba-de-boi, as plantas deficientes em

enxofre de jequitibá, cujos teores médios de enxofre foram determinados nas folhas, caules e

raízes, e foram respectivamente 1,3 g kg

-1

, 1,6 g kg

-1

e 2 g kg

-1

, diferiram estatisticamente e

apresentaram teores de enxofre menores aos das plantas submetidas ao tratamento completo,

cujos teores médios de enxofre nas folhas, caules e raízes foram, respectivamente, 4,9 g kg

-1

3,5 g kg

-1

e 4,6 g kg

-1

(Tabelas 8 e 9).

Os sintomas de deficiência de enxofre foram a clorose das folhas novas (Figuras 40,

41 e 42), folhas novas deformadas, filiformes e enrugadas (Figuras 40 e 42) e deformação do

ápice caulinar (Figura 42).

Considerando que tanto o enxofre como o nitrogênio são nutrientes constituintes de

aminoácidos, muitos dos sintomas de deficiência de enxofre são similares aos de nitrogênio,

incluindo clorose, redução do crescimento e acúmulo de antocianinas. Todavia, uma das

diferenças entre os sintomas é que a clorose causada pela deficiência de enxofre, inicialmente,

ocorre nas folhas jovens, pois, de forma diferente do nitrogênio, o enxofre é pouco

redistribuído para as folhas jovens, na maioria das espécies (EPSTEIN; BLOOM, 2006).

Barroso et al. (2005), em estudo sobre deficiência nutricional em plantas de teca

(Tectona grandis), na ausência de enxofre, constataram que as plantas apresentaram redução

no crescimento e clorose generalizada, principalmente nas folhas novas, que apresentaram

crescimento reduzido endurecimento e leve encarquilhamento.

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Enxofre

Aroeira-pimenteira

Figura 40 - Folhas novas de plantas de aroeira-pimenteira deficientes em enxofre (B, C e D).

Comparação entre folíolos de folhas novas deficientes em enxofre e completo (A)

A B

C D

COMPLETO

Cordia superba Cham. Deficiência de Enxofre

Baba-de-boi

Figura 41 - Folhas novas de plantas de baba-de-boi deficientes em enxofre (A a F)

A B

C D

E F

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Enxofre

Jequitibá-branco

Figura 42 - Folhas novas de plantas de jequitibá-branco deficientes em enxofre (A a F)

A B

C D

E F

6.2.2.7 Boro

Submetidas ao tratamento com omissão de boro, as plantas de aroeira-pimenteira

sofreram redução no teor de boro nas folhas (9 mg kg

-1

) quando comparadas às do tratamento

completo (16 mg kg

-1

), mas estatisticamente não sofreram redução dos teores médio de boro

no caule (9 mg kg

-1

), em relação às plantas submetidas ao tratamento completo (9 mg kg

-1

)

(Tabela 5).

Fato idêntico ocorreu com as plantas de baba-de-boi que sofreram redução no teor de

enxofre nas folhas (31 mg kg

-1

) em relação ao tratamento completo (69 mg kg

-1

), mas

estatisticamente não sofreram redução dos teores médios de boro no caule (6 mg kg

-1

), quando

comparados aos caules das plantas submetidas ao tratamento completo (7 mg kg

-1

) (Tabela 7).

Todavia, diferente das plantas de aroeira-pimenteira e de baba-de-boi, as plantas de jequitibá-

branco deficientes em boro, cujos teores médios de boro foram determinados nas folhas,

caules e raízes, que foram respectivamente 13 mg kg

-1

, 9 mg kg

-1

e 13 mg kg

-1

, diferiram

estatisticamente e apresentaram teores de boro menores aos das plantas submetidas ao

tratamento completo, cujos teores nas folhas, caules e raízes foram, respectivamente, 71 mg

-1

, 35 mg kg

-1

e 35 mg kg

-1

(Tabelas 10 e 11).

O boro, assim como o zinco, são os micronutrientes que, com mais freqüência, se

mostram deficientes em solos brasileiros (RIBEIRO; SANTOS; MENEZES, 1994). A

deficiência de boro causou morte do ápice caulinar (Figuras 43 e 44, Fotos C e D), o que

resultou, nas plantas de aroeira-pimenteira, a ramificação na extremidade (Figura 43, Fotos B

e D) e formação de folhas novas filiformes (Figura 43, Fotos A e C), a partir do quarto mês

após o transplantio.

Nas plantas de baba-de-boi e jequitibá-branco, a deficiência de boro provocou clorose

das folhas novas (Figura 44, Foto A, B) e deformação do limbo das folhas novas, com o

murchamento e dobramento dos bordos foliares (Figura 45).

Nas três espécies florestais nativas observou-se que a deficiência de boro resultou na

formação de raízes menores, com ramificações curtas (Figuras 43, 44 e 45).

A morte do ápice caulinar e a má formação de raízes em plantas deficientes em boro

são explicadas pelo fato deste nutriente ser considerado imóvel na plantas, fazendo com que os

sintomas de sua deficiência ocorram em tecidos de crescimento, como nos meristemas florais

e apicais (MALAVOLTA, 2006). A degradação dos tecidos meristemáticos, causada pela

deficiência de boro, pode estar relacionada com anomalia no processo da divisão celular, com

mudanças na direção da divisão, que passa a ser radial em vez de longitudinal

(MARSCHNER, 1995). A deficiência de boro impede o alongamento de raízes, tornando

mais grossas e curtas (MARSCHNER, 1995), como visto nas Figuras 44 e 45.

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Boro

Aroeira-pimenteira

Figura 43 - Folhas novas de plantas de aroeira-pimenteira deficientes de boro (A, B, C e D).

Comparação entre raiz de plantas sob tratamento completo (F) e deficiente de

boro (E)

A B

E F

Cordia superba Cham. Deficiência de Boro

Baba-de-boi

Figura 44 - Folhas novas (A, B e E) e ápice caulinar (C e D) de plantas de baba-de-boi

deficientes em boro. Comparação entre raiz de plantas sob tratamento completo

e deficiente em boro (F)

A B

C D

COMPLETO

- B

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Boro

Jequitibá-branco

Figura 45 - Folhas novas de plantas de jequitibá-branco deficientes em boro. Comparação

entre raiz de plantas sob tratamento completo e deficiente de boro (E e F)

A B

C D

E F

COMPLETO

-B

COMPLETO- B

6.2.2.8 Cobre

Como observado da Tabela 5, estatisticamente, as plantas de aroeira-pimenteira,

submetidas ao tratamento de omissão em cobre, não sofreram redução no teor de cobre nas

folhas e nos caules, uma vez que as folhas tinham teor médio de cobre de 3,3 mg kg

-1

, sendo

que o caule apresentava teor de cobre de 1,9 mg kg

-1

, enquanto que os mesmo órgãos das

plantas do tratamento completo tinham, respectivamente, 4,0 e 2,2 mg kg

-1

. O mesmo não

ocorreu nas plantas de baba-de-boi e de jequitibá-branco, que sofreram redução no teor de

cobre nas folhas, caules e, no caso do jequitibá-branco, nas raízes (Tabelas 7, 10 e 11).

Nas plantas baba-de-boi, folhas e caules apresentaram menores teores de cobre, cujos

valores foram, respectivamente, 2,4 mg kg

-1

e 0,9 mg kg

-1

, e nas plantas do tratamento

completo foram 6 mg kg

-1

e 2,5 mg kg

-1

, respectivamente (Tabela 7). Nas plantas de

jequitibá-branco deficientes em cobre, os teores de cobre nas folhas, caules e raízes, que

foram, respectivamente, 2,1 mg kg

-1

, 2,4 mg kg

-1

e 4 mg kg

-1

, foram menores que os teores

nos mesmos órgãos das plantas sob tratamento completo, que apresentavam teores de cobre

nas folhas, caules e raízes de 8,1 mg kg

-1

, 10,4 mg kg

-1

e 13 mg kg

-1

, respectivamente (Tabelas

10 e 11).

Nas plantas das três espécies florestais nativas deficientes de cobre, houve a má

formação das folhas mais novas com pontos de necrose no limbo e na borda (Figuras 46, 47 e

48). Estas manchas necróticas apareceram primeiro nos ápices das folhas jovens e se

estenderam em direção à base da folha, ao longo das margens.

Manchas necróticas por todo o limbo, além de apresentaram coloração verde-azulada

das folhas novas, foram encontradas nas folhas da espécie florestal sangra d´água (Croton

urucurana, Baill.), sob tratamento deficiente em cobre (SORREANO et al., 2008).

O sintoma inicial da deficiência de cobre é o surgimento de folhas verde escuras, que

podem conter manchas necróticas. As folhas podem também se apresentar retorcidas ou

malformadas. Sob deficiência de cobre extrema, há possibilidade de as folhas caírem

prematuramente (TAIZ; ZIEGER, 2004).

Cloroses e necroses podem estar associadas à destruição das moléculas de clorofila, ou

mesmo dos tecidos no limbo foliar, pois a deficiência de cobre afeta o metabolismo celular,

limitando a atividade de várias enzimas, como a ascorbato oxidase, fenolase, citocromo,

plastocianinas e superóxido dismutase. Dessa forma, peróxidos, superóxidos e outros radicais

se acumulam, danificando as células (MEHDY, 1994).

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Cobre

Aroeira-pimenteira

Figura 46 - Folhas novas (A, B e C) de plantas de aroeira-pimenteira deficientes de cobre.

Comparação entre plantas sob tratamento completo e deficientes em cobre (D)

A B

C D

COMPLETO

- Cu

Cordia superba Cham. Deficiência de Cobre

Baba-de-boi

Figura 47 - Folhas novas de plantas de baba-de-boi deficientes de cobre. Manchas necróticas

(A e B), clorose (C) e deformação nas folhas novas (E e F) foram os principais

sintomas da carência de cobre

A B

C D

100

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Cobre

Jequitibá-branco

Figura 48 - Folhas novas de plantas de jequitibá-branco deficientes em cobre (A, B, C e D)

101

6.2.2.9 Ferro

As plantas de aroeira-pimenteira sofreram redução no teor de ferro das folhas (122 mg

-1

), quando comparado ao teor das folhas do tratamento completo (291 mg kg

-1

). Os teores

de ferro dos caules das plantas deficientes em ferro (40 mg kg

-1

) não diferiram

estatisticamente dos teores das plantas submetidas ao tratamento completo (55 mg kg

-1

)

(Tabela 5).

As plantas de baba-de-boi sofreram redução no teor de ferro nas folhas (94 mg kg

-1

quando comparado ao teor das folhas do tratamento completo (240 mg kg

-1

). O teor de ferro

dos caules das plantas deficientes em ferro (27 mg kg

-1

) não diferiu do teor deste nutriente das

plantas submetidas ao tratamento completo (42 mg kg

-1

) (Tabela 7).

Nas plantas de jequitibá-branco deficientes de ferro, os teores de ferro nas folhas,

caules e raízes, respectivamente, 68 mg kg

-1

; 70 mg kg

-1

e 92 mg kg

-1

, foram menores que os

teores de ferro dos mesmo órgãos das plantas submetidas ao tratamento completo, que foram

353 mg kg

-1

; 161 mg kg

-1

e 148 mg kg

-1

, respectivamente (Tabelas 10 e 11).

As plantas deficientes em ferro apresentaram clorose marginal (Figura 50) e clorose

generalizada (Figuras 49 e 51) nas folhas novas, ao final do experimento. Como sintomas da

deficiência de ferro, houve também a ramificação da extremidade das plantas (Figura 49).

As folhas tornaram-se amareladas porque o elemento ferro é necessário para a síntese

de alguns dos complexos clorofila-proteínas no cloroplasto.

As raízes das plantas sob tratamento deficiente em ferro estavam mais ramificadas e

maiores, além de alteração na coloração na própria raiz e da solução nutritiva onde estavam as

plantas deficientes em ferro (Figuras 49, 50 e 51).

A alteração na coloração nas raízes, sob deficiência de ferro, também foi visto no

estudo de Salvador, Moreira e Muraoka (1999), com goiabeira (Psidium guajava), que

verificaram que o sistema radicular mostrou-se com tonalidade marrom ou ferruginosa, e a

ausência de raízes secundárias resultou em um sistema radicular curto, grosso e quebradiço.

O sintoma característico da deficiência de ferro é a clorose internerval, inicialmente

nas folhas jovens e, sob condições de deficiência extrema ou prolongada, as nervuras também

se tornam cloróticas (EPSTEIN; BLOOM, 2006). Tal sintoma não apareceu em nenhuma das

três espécies florestais nativas estudadas.

102

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Ferro

Aroeira-pimenteira

Figura 49 - Folhas novas (A e B) de plantas de aroeira-pimenteira deficientes em ferro.

Comparação entre raízes sob tratamento completo (C) e deficientes em ferro (D)

A B

C D

103

Cordia superba Cham. Deficiência de Ferro

Baba-de-boi

Figura 50 - Folhas novas (A, B e C) e raiz (D) de plantas de baba-de-boi deficientes em ferro.

Comparação entre raiz de plantas sob tratamento completo e deficientes em ferro

(E)

D E

COMPLETO - Fe

104

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Ferro

Jequitibá-branco

Figura 51 - Comparação entre folhas novas de plantas de jequitibá-branco sob tratamento

completo (A e D) e deficientes em ferro (B, C e D). Raiz de plantas deficientes

em ferro (E e F)

A B

C D

E F

COMPLETO

- Fe

105

6.2.2.10 Manganês

As plantas de aroeira-pimenteira sofreram redução no teor de manganês nas folhas (16

mg kg

-1

), quando comparadas às plantas do tratamento completo (33 mg kg

-1

), todavia

estatisticamente o teor de manganês dos caules das plantas deficientes em manganês (4 mg

-1

) não diferiu das plantas submetidas ao tratamento completo (7 mg kg

-1

) (Tabela 5).

As plantas baba-de-boi, apresentaram menores teores de manganês nas folhas e caule,

cujos valores foram, respectivamente, 6 mg kg

-1

e 2 mg kg

-1

, quando comparados aos teores

de manganês das plantas submetidas ao tratamento completo, que foram, respectivamente, 25

mg kg

-1

e 6 mg kg

-1

(Tabela 7).

As plantas de jequitibá-branco, deficientes em manganês, apresentaram os teores de

manganês menores nas folhas, caules e raízes, cujos valores foram, respectivamente, 5 mg kg

; 8 mg kg

-1

e 9 mg kg

-1

, em relação às plantas submetidas ao tratamento completo, cujos

valores nas folhas, nos caules e nas raízes foram de 37 mg kg

-1

; 43 mg kg

-1

e 41 mg kg

-1

respectivamente (Tabelas 10 e 11).

Necrose, com ramificação no ápice caulinar (Figura 52 e 54), demonstrando que houve

alteração no tamanho, por perda da dominância apical, foram um dos sintomas típicos da

deficiência de manganês observados pelas três espécies florestais. Além destes sintomas de

carência de manganês, foram constadas a má formação das folhas novas (Figuras 52, 53 e 54),

com pontuações necróticas (Figura 54) e clorose nas folhas mais novas (Figura 53).

Os sintomas de clorose podem ser causados por um distúrbio na estrutura do

cloroplasto como conseqüência de uma inibição da síntese de lipídeos.

A necrose no ápice caulinar e as pontuações necróticas nas folhas mais novas podem

ser devido ao aumento na formação de radicais de oxigênio, como conseqüência da inibição

da reação de Hill, sob alta intensidade de luz (RÖMHELD, 2001).

O manganês também é requerido em vários passos na biossíntese de lignina. Plantas

deficientes deste elemento têm como sintoma no sistema radicular a baixa resistência das

raízes a agentes patogênicos (TAIZ; ZIEGER, 2004).

Outro o sintoma de deficiência de manganês é a clorose internerval nas folhas

(MARSCHNER, 1995), que não foi diagnostica neste estudo.

106

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Manganês

Aroeira-pimenteira

Figura 52 - Ápice caulinar de planta de aroeira-pimenteira deficiente em manganês (A, B e

C). Comparação entre plantas deficientes em manganês e sob tratamento

completo (D)

A B

C D

COMPLETO

-Mn

107

Cordia superba Cham. Deficiência de Manganês

Baba-de-boi

Figura 53 - Folhas novas de plantas de baba-de-boi deficientes em manganês (A, B, C e D)

C D

108

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Manganês

Jequitibá-branco

Figura 54 - Ápice caulinar e folhas novas de jequitibá-branco deficientes em manganês (A, B,

C, D e F). Comparação entre plantas sob tratamento completo e deficiente de

manganês (E)

E F

D C

A B

COMPLETO

-Mn

109

6.2.2.11 Zinco

Submetidas ao tratamento com omissão de zinco, as plantas de aroeira-pimenteira

sofreram redução nos teores desse nutriente nas folhas e nos caules, cujos valores foram,

respectivamente, 9 mg kg

-1

e 5 mg kg

-1

, quando comparados aos teores do tratamento

completo, cujas folhas tinham teor médio de zinco de 20 mg kg

-1

e nos caules o teor médio de

zinco foi de 17 mg kg

-1

(Tabela 5).

O mesmo não ocorreu com as plantas de baba-de-boi que até sofreram redução no teor

de zinco nas folhas (16 mg kg

-1

), quando comparados às plantas submetidos ao tratamento

completo (27 mg kg

-1

), mas estatisticamente o teor de zinco dos caules das plantas deficiente

em zinco (4 mg kg

-1

) não diferiu das plantas submetidas ao tratamento completo (6 mg kg

-1

)

(Tabela 7).

As folhas, caules e raízes das plantas de jequitibá-branco deficientes em zinco,

apresentaram, respectivamente, teores deste nutriente de 7 mg kg

-1

,14 mg kg

-1

e 11 mg kg

-1

enquanto que os teores nos mesmos órgãos das plantas do tratamento completo foram de 26

mg kg

-1

, 26 mg kg

-1

e 30 mg kg

-1

, respectivamente (Tabelas 10 e 11).

A formação de internódios mais curtos, clorose e má formação das folhas novas

(Figuras 55, 56 e 57) foram os principais sintomas de deficiência de zinco encontrados nas

três espécies florestais nativas.

A deficiência de zinco afeta o crescimento da planta, com redução no crescimento dos

internódios e produção de folhas retorcidas. Isso porque o zinco participa como componente

estrutural e ativador das enzimas envolvidas no metabolismo do DNA e RNA, na divisão

celular e na síntese de proteínas (MARSCHNER, 1995).

Salvador, Moreira e Muraoka (1999), em estudo com deficiência de zinco em

goiabeira (Psidium guajava), verificaram que as manifestações morfológicas decorrentes da

carência de zinco se estabeleceram 30 dias a partir do início do tratamento e foram mais

pronunciadas nas folhas mais jovens. Essas folhas apresentaram-se pequenas, mais estreitas e

pontiagudas, caracterizando a má formação foliar como vista nas espécies florestais nativas

deste estudo, com nervuras salientes e encurvamento da lâmina para cima e, às vezes, para

baixo ao longo da nervura principal, com as margens voltadas para a face central. Observou-

se também clorose internerval com as nervuras bem realçadas de verde e manchas ou

pequenas pontuações castanhas distribuídas pelo limbo.

110

Schinus terebinthifolius Raddi Deficiência de Zinco

Aroeira-pimenteira

Figura 55 - Folhas novas (A, B e C) e internódios (D) de plantas de aroeira-pimenteira

deficientes em zinco

A B

C D

111

Cordia superba Cham. Deficiência de Zinco

Baba-de-boi

Figura 56 - Comparação entre intermédios (A e B) e altura (D) de plantas de baba-de-boi

deficientes em zinco e sob tratamento completo e folhas novas de plantas

deficientes em zinco

A B

C D

COMPLETO

-Zn

112

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze Deficiência de Zinco

Jequitibá-branco

Figura 57 - Folhas novas (A e B), internódios (D) e comparação entre folhas novas de plantas

de jequitibá-branco deficientes em zinco e sob tratamento completo (C)

A B

C D

COMPLETO - Zn

113

6.3 Efeito da deficiência nutricional na taxa de assimilação de gás carbônico

e na transpiração de jequitibá-branco

Vários trabalhos científicos (ALFONSI et. al., 2005; BATAGIN, 2008; NEVES, 2004;

ROMERO, 2008; INOUE; RIBEIRO, 1988) consideram a assimilação de carbono como

sendo a fotossíntese.

Alfonsi et. al. (2005), estudando, entre outros aspectos, as trocas gasosas

fotossintéticas nos genótipos de Coffea, consideram as medidas de assimilação de carbono

como fotossíntese líquida. Batagin (2008), na análise anátomo-fisiológicas de folhas de

pupunheiras, também considerou a assimilação de carbono como fotossíntese líquida.

Neves (2004) considerou que a assimilação de carbono expressa a fotossíntese líquida

máxima. Romero (2008), em estudo sobre a resposta fisiológica de plantas de Eucalyptus

grandis à adubação com potássio ou sódio, considerou a assimilação de carbono como sendo

a taxa de fotossíntese.

Inoue e Ribeiro (1988) descreveram como fotossíntese líquida a quantidade líquida de

assimilado por unidade de área foliar por unidade de tempo (micromol de CO

por

segundo por metro quadrado)

No presente estudo, os efeitos da deficiência nutricional na assimilação de carbono

serão avaliados tendo em vista que a assimilação de carbono está associada diretamente aos

processos fotossintéticos.

Isso porque, quanto maior a absorção de CO

pela folha, maior sua atividade

fotossintética. Consequentemente, qualquer mudança na atividade fotossintética ou

respiratória da folha será refletida na concentração final de CO

, que pode ser medida com

auxilio do analisador de gás por infravermelho portátil (Infrared Gás Analyzer - IRGA)

Além da assimilação de carbono, são apresentados os resultados e principais efeitos na

transpiração das plantas com deficiência nutricional.

114

6.3.1 Efeito da deficiência de nitrogênio na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

A deficiência de nitrogênio causou significativa diminuição na taxa de assimilação de

gás carbônico (Figura 58) e na taxa de transpiração (Figura 59), nas três partes das plantas de

jequitibá-branco submetidas ao tratamento com carência de nitrogênio.

A diminuição na taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 58) deve-se,

principalmente, ao fato de o nitrogênio ter função estrutural fazendo parte dos nucleotídeos,

os quais formam os ácidos nucléicos, como por exemplo, o DNA e o RNA. (EPSTEIN;

BLOOM, 2006). Além disso, o nitrogênio está presente nos aminoácidos que formam as

proteínas e na própria molécula de clorofila, pigmentos especializados na captação da luz.

A deficiência de nitrogênio causou a má formação e diminuiu na produção de clorofila

e modificações na forma dos cloroplastos, conduzindo ao amarelamento das folhas

(MALAVOLTA; VITTI; OLIVEIRA, 1997), o que afetou a assimilação de gás carbônico nas

plantas de jequitibá-branco (Figura 58).

Além de o nitrogênio estar presente em vários outros compostos que são de grande

importância fisiológica no metabolismo, tais como a clorofila, como visto anteriormente,

também está presente na constituição dos nucleotídeos, fosfatídeos, alcalóides e ainda em

muitas enzimas, hormônios e vitaminas, sendo que muitas destas moléculas são responsáveis

direta ou indiretamente pela fotossíntese (JACOB; UEXKÜLL, 1958).

O comprometimento da assimilação de gás carbônico e da transpiração de todas as três

partes das plantas deficientes em nitrogênio deve-se a alta mobilidade deste nutriente na

planta, uma vez que na deficiência deste nutriente ele é facilmente redistribuído na forma de

aminoácidos via floema para as partes novas, principalmente para as folhas jovens e regiões

meristemáticas. Logo, os sintomas são visíveis inicialmente nas folhas mais velhas, sendo

que, posteriormente, há o comprometimento das funções fisiológicas, também, das folhas

mais novas.

115

Figura 58 – Assimilação de carbono pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em nitrogênio. As

médias seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,7 e CV(%)=11; Folhas intermediárias:

DMS=1,0 e CV(%)=9; Folhas velhas: DMS=0,7 e CV(%)=10

Figura 59 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em nitrogênio. As médias seguidas pela

mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre

si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas

novas: DMS=0,1 e CV(%)=7; Folhas intermediárias: DMS=1,0 e CV(%)=7;

Folhas velhas: DMS=0,2 e CV(%)=9

116

6.3.2 Efeito da deficiência de fósforo na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

Quando comparado às plantas sob tratamento completo, houve a diminuição, na taxa

de assimilação de gás carbônico (Figura 60) e na taxa de transpiração (Figura 61), nas folhas

das três partes das plantas de jequitibá-branco deficientes de fósforo.

Assim como o nitrogênio, o fósforo possui também papel estrutural, fazendo parte dos

nucleotídeos, os quais formam os ácidos nucléicos, tais como o DNA e RNA, que são

importantes moléculas responsáveis, respectivamente, pelo armazenamento e transferência da

informação genética. Em ambos, o fosfato forma uma ponte entre as unidades de

ribonucleosídeos para formar as macromoléculas (EPSTEIN; BLOOM, 2006). Logo, tanto o

armazenamento e a transferência da informação genética, assim como a síntese de proteína

são prejudicados pela deficiência de fósforo.

Além disso, tanto na fotossíntese quanto na respiração dos vegetais, há geração

química de energia química utilizável, na forma de adenosina trifosfato - ATP, cuja síntese é

mediada por um gradiente de hidrogênio transmembrana, sendo que o fósforo é dos elementos

fundamentais para a formação da molécula de ATP. A deficiência de fósforo, afetando a

síntese de ATP, compromete a fotossíntese, ou seja, a taxa de assimilação de gás carbônico,

como visto na Figura 58. A energia liberado durante a glicólise, respiração ou fotossíntese é

utilizada para a síntese de pirofosfato (composto de alta energia), e na hidrólise desta ligação

7,6 kcal mol⎯¹ de ATP são liberados. O ATP é o principal composto rico em energia requerido

para a síntese de amido, sendo que a energia do ATP pode ser também transferida para outras

coenzimas as quais diferem do ATP somente na base nitrogenada, por exemplo, uridina

trifosfato (UTP) e guanosina trifosfato (GTP), as quais são requeridas para a síntese da

sacarose e celulose, respectivamente.

Portanto, a participação da composição destas moléculas energéticas faz com que o

fósforo, mesmo requerido em pequenas quantidades, seja fundamental para o

desenvolvimento celular vegetal e, conseqüentemente, para o desenvolvimento morfológico e

fisiológico vegetal (RAVEN, 1996).

Como o fósforo é um nutriente móvel na planta, ele é redistribuído pelo floema, onde é

encontrado nas formas de fosforil colina e fósforo inorgânico.

117

Na redução do suprimento de fósforo, o fósforo inorgânico é redistribuído das folhas

velhas para as novas, e como conseqüência, o sintoma visual de deficiência tem início nas

folhas velhas.

As taxas de assimilação de gás carbônico e de transpiração, das folhas novas,

intermediárias e velhas das plantas deficientes em fósforo foram menores quando comparado

as plantas submetidas ao tratamento completo.

Figura 60 – Assimilação de gás carbônico pelas folhas das três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em fósforo. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,6 e CV(%)=9; Folhas intermediárias:

DMS=0,8 e CV(%)=6; Folhas velhas: DMS=0,8 e CV(%)=7

118

Figura 61 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em fósforo. As médias seguidas pela mesma

letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,1 e CV(%)=11; Folhas intermediárias: DMS=0,2 e CV(%)=10; Folhas

velhas: DMS=0,1 e CV(%)=7

119

6.3.3 Efeito da deficiência de potássio na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

A deficiência de potássio diminuiu, em relação ao tratamento completo, a taxa de

assimilação de gás carbônico as folhas intermediárias e velhas (Figura 62), e a taxa de

transpiração das folhas novas, velhas e intermediárias (Figura 63) das plantas de jequitibá-

branco deficientes em potássio.

A diminuição da taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 62), nas folhas

intermediárias e velhas das plantas de jequitibá-branco submetidas ao tratamento com

carência de potássio, deve-se ao fato de o potássio desempenhar papel na regulação do

potencial osmótico da célula vegetal, além de ativar enzimas envolvidas na respiração e na

fotossíntese (TAIZ; ZIEGER, 2004). Além disso, estando o potássio envolvido no controle do

movimento estomático, justifica a redução na taxa de transpiração (Figura 63) nas folhas

intermediárias e velhas das plantas de jequitibá-branco submetidas ao tratamento com

carência de potássio, uma vez que o comprometimento das funções dos estômatos altera a

taxa de transpiração da planta.

Também, os resultados encontrados nas Figuras 62 e 63 justificam-se, pois o potássio

atua na fotossíntese em vários níveis, como por exemplo, no fluxo de H

através das

membranas dos tilacóides mantendo o gradiente de pH transmembrana para a síntese de ATP

(EPSTEIN; BLOOM, 2005).

Além disso, por ser o potássio ativador de numerosas enzimas, sua deficiência acarreta

distúrbios em reações metabólicas de acumulação de compostos nitrogenados livres ou

solúveis, comprometendo, desta forma, a fotossíntese das plantas de jequitibá-branco

deficientes em potássio (EPSTEIN, 1975).

O elemento potássio por ser remobilizado para as folhas mais jovens, os sintomas de

deficiência aparecem inicialmente nas folhas mais velhas (TAIZ; ZIEGER, 2004), o que

justifica o fato de a deficiência de potássio diminuir somente a taxa de assimilação de gás do

jequitibá-branco deficiente de potássio.

Portanto, como visto anteriormente, as funções do potássio, de ativação enzimática de

inúmeras enzimas, de balanço de cátion/ânions, de abertura e fechamento dos estômatos, de

participação no controle das relações hídricas das plantas, de transporte de açúcares, de

síntese de proteína de produção de ATP, são funções estritamente regulatórias de processos

fisiológicos, justificam os resultados encontrados nas Figuras 62 e 63 (KERBAUY, 2004).

120

Figura 62 – Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em potássio. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,9 e CV(%)=9; Folhas intermediárias:

DMS=0,9 e CV(%)=6; Folhas velhas: DMS=0,9 e CV(%)=9

Figura 63 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em potássio. As médias seguidas pela

mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre

si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas

novas: DMS=0,2 e CV(%)=11; Folhas intermediárias: DMS=0,2 e CV(%)=10;

Folhas velhas: DMS=0,2 e CV(%) = 7

-K

121

6.3.4 Efeito da deficiência de cálcio na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

Houve diminuição, em relação às plantas supridas em cálcio, na taxa de assimilação de

gás carbônico (Figura 64) e na taxa de transpiração (Figura 65) das folhas intermediárias e

velhas das plantas de jequitibá-branco submetidas ao tratamento com deficiência de cálcio

fato este que não ocorreu quando as medidas mencionadas foram feitas nas folhas novas

(Figuras 64 e 65).

A diminuição na taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 64) e na taxa de

transpiração (Figura 65) deve-se, pois, ao processo metabólico, sendo que o cálcio afeta a

atividade de hormônios e de enzimas, que regulam a senescência e a abscisão das folhas e

frutos (MALAVOLTA, 1980; MENGEL; KIRKBY, 1987; MARSCHNER, 1995).

Além disso, o comprometimento do metabolismo das plantas de jequitibá-branco

deficientes de cálcio ocorre porque o cálcio atua como mensageiro secundário ao ativar uma

proteína chamada calmodulina, a qual, por sua vez, ativa uma série de enzimas importantes

para a fotossíntese da planta (MALAVOLTA, 1980).

Portanto, a senescência precoce das folhas e o comprometimento das reações

metabólicas afetam a taxa de assimilação de gás carbônico e de transpiração.

Conseqüentemente houve um comprometimento do processo fotossintético causado pela

deficiência de cálcio.

122

Figura 64 - Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em cálcio. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,6 e CV(%)=6; Folhas intermediárias:

DMS=0,7 e CV(%)=5; Folhas velhas: DMS=0,8 e CV(%)=9

Figura 65 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em cálcio. As médias seguidas pela mesma

letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,2 e CV(%)=14; Folhas intermediárias: DMS=0,1 e CV(%)=5; Folhas

velhas: DMS=0,1 e CV(%)=9

123

6.3.5 Efeito da deficiência de magnésio na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

A deficiência de magnésio diminuiu a taxa de assimilação de gás carbônico (Figura

66) nas folhas intermediárias e velhas das plantas de jequitibá-branco, todavia não diminuiu

nas folhas novas.

Com relação à taxa de transpiração (Figura 67), houve diminuição em todas as folhas

das plantas de jequitibá-branco que foram submetidas ao tratamento carente em magnésio em

relação ao tratamento completo.

A diminuição da taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 66) justifica-se uma vez

que o magnésio é um elemento móvel no floema e, portanto, redistribui-se facilmente nas

folhas e tecidos mais velhos para regiões de maiores exigências, como os meristemas e órgãos

de reserva (EPSTEIN, 1975). Desta forma, os sintomas de deficiência de magnésio aparecem

inicialmente nas folhas mais velhas, fato este com conseqüência na taxa de assimilação de gás

carbono.

A diminuição da taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 66) causada pela

deficiência do magnésio justifica-se, pois, este nutriente também é parte da estrutura da

molécula de clorofila, juntamente com o nitrogênio e outros elementos (TAIZ; ZIEGER,

2004). Portanto, a deficiência de magnésio comprometerá a síntese de clorofila limitando a

fotossíntese, como visto pelo comprometimento da taxa de assimilação de gás carbônico

(Figura 66).

Além de ser um dos principais ativadores enzimáticos na respiração, na fotossíntese e

na síntese de DNA e RNA, o magnésio também faz parte de muitas metaloenzimas, ou seja,

as enzimas que possuem um metal em sua estrutura (TAIZ; ZIEGER, 2004).

124

Figura 66 - Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em magnésio. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,4 e CV(%)=4; Folhas intermediárias:

DMS=0,7 e CV(%)=5; Folhas velhas: DMS=0,7 e CV(%)=7

Figura 67 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em magnésio. As médias seguidas pela

mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si.

Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,2 e CV(%)=11; Folhas intermediárias: DMS=0,2 e CV(%)=7; Folhas

velhas: DMS=0,1 e CV(%)=7

125

6.3.6 Efeito da deficiência de enxofre na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

A deficiência de enxofre causou diminuição na taxa de assimilação de gás carbônico

(Figura 68) e na taxa de transpiração (Figura 69), pelas folhas das três partes das plantas de

jequitibá-branco submetidas ao tratamento com carência de enxofre, quando comparado ao

tratamento completo.

O enxofre é pouco redistribuído (MARSCHNER, 1995). Isto pode explicar a pequena

diferença na taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 68) entre as folhas intermediárias e

velhas das plantas deficientes em enxofre em relação às plantas do tratamento completo.

A diminuição na taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 68) e na taxa de

transpiração (Figura 69), nas três partes das plantas de jequitibá-branco deficientes em

enxofre, é justificado pelo comprometimento de algumas etapas o processo da fotossíntese: na

rota glicolítica, por exemplo, a descarboxilação do piruvato e a formação do acetil coenzima

A. Estas reações são catalisadas por um complexo multienzimático envolvendo três

coenzimas contendo enxofre, a tiamina pirofosfato (TPP), o ácido lipóico (sistema redox) e

um grupo sulfuril de coenzima A (KERBAUY, 2004). Portanto, inexistindo a tiamina

pirofosfato, ácido lipóico e o grupo sulfuril de coenzima A, a descarboxilação do piruvato e a

formação do acetil coenzima A não serão catalisadas. Assim, assimilação de gás carbônico

também ficará comprometida.

126

Figura 68 - Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em enxofre. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,5 e CV(%)=7; Folhas intermediárias:

DMS=0,7 e CV(%)=5; Folhas velhas: DMS=0,6 e CV(%)=5

Figura 69 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em enxofre. As médias seguidas pela mesma

letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,3 e CV(%)=22; Folhas intermediárias: DMS=0,2 e CV(%)=8; Folhas

velhas: DMS=0,1 e CV(%)=8

127

6.3.7 Efeito da deficiência de boro na assimilação de gás carbônico e transpiração

em plantas de jequitibá-branco

A deficiência de boro diminuiu a taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 70) nas

folhas mais novas das plantas de jequitibá-branco, mas o mesmo não ocorreu nas folhas

intermediárias e velhas.

Contudo, houve diminuição da taxa de transpiração (Figura 71) das folhas de todas as

partes das plantas de jequitibá-branco submetidas ao tratamento deficiente de boro, quando

comparado ao tratamento completo.

Mesmo que a função do boro no processo fotossintético ainda seja desconhecida, a

deficiência pode afetar o funcionamento das membranas do cloroplasto, afetando o transporte

de elétrons nos tilacóides, resultando em fotoinibição (GOLDBACH et al., 2007).

A deficiência de boro pode afetar indiretamente a fotossíntese e a transpiração através

da diminuição da área foliar e pela alteração dos compostos presentes na folha. Isso por que o

boro tem como principais funções o transporte de açúcares, o metabolismo do RNA, a síntese

do ácido indolacético – AIA, o metabolismo fenólico, a síntese de parede celular, a

lignificação, e a constituição de estrutura da parede celular (KERBAUY, 2004). Nesta longa

lista de funções do boro, Malavolta (2006) acrescenta ainda que este nutriente esteja

envolvido em um grande número de rotas metabólicas, e como efeito “cascata”, como é

conhecido, por exemplo, para os fitormônios.

A participação do boro em um grande número de rotas metabólicas, na diminuição da

área foliar, pela alteração dos compostos presentes na folha e, principalmente, pela deficiência

do boro afetar o funcionamento das membranas do cloroplasto, pode-se explicar porque a

deficiência de boro prejudicou o desempenho fotossintético.

128

Figura 70 - Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em boro. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,9 e CV(%)=12; Folhas intermediárias:

DMS=1,1 e CV(%)=7; Folhas velhas: DMS=0,9 e CV(%)=8

Figura 71 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em boro. As médias seguidas pela mesma

letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,1e CV(%)=11; Folhas intermediárias: DMS=0,2 e CV(%)=8; Folhas

velhas: DMS=0,2 e CV(%)=13

129

6.3.8 Efeito da deficiência de cobre na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

A taxa de assimilação de gás carbônico (Figura 72) nas folhas novas e intermediárias

das plantas de jequitibá-branco submetidas ao tratamento deficiente de cobre diminuiu em

relação às plantas do tratamento completo, sendo que o mesmo não ocorreu para as folhas

velhas.

A taxa de transpiração (Figura 73) das folhas novas das plantas de jequitibá branco

sofreu diminuição devido à deficiência de cobre, mas o mesmo não aconteceu para as folhas

velhas e intermediárias.

A presença do cobre é fundamental para o processo de fotossíntese e,

conseqüentemente, para o desenvolvimento vegetal. Isso porque nas plantas, o cobre

participa de várias reações de oxirredução, na forma iônica de Cu

² e Cu

, sendo o íon Cu

muito instável (TAIZ; ZIEGER, 2004). Com isso, o cobre está associado às enzimas

envolvidas em reações de transferência de elétrons, como a plastocianina na fase luminosa da

fotossíntese (MALAVOLTA, 2006). Com isso, a maior parte do cobre em células foliares está

associada à plastocianina, o doador imediato de elétrons para o fotosistema I, e à dismutase de

superóxido que trabalha em conjunto com a catalase para desentoxificar oxidantes (EPSTEIN;

BLOOM, 2006).

Portanto, a deficiência de cobre afetou a assimilação de gás carbônico e da

transpiração, como constatado neste estudo.

130

Figura 72 - Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em cobre. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,6 e CV(%)=7; Folhas intermediárias:

DMS=0,8 e CV(%)=5; Folhas velhas: DMS=0,9 e CV(%)=8

Figura 73 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em cobre. As médias seguidas pela mesma

letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,1 e CV(%)=13; Folhas intermediárias: DMS=0,1 e CV(%)=6; Folhas

velhas: DMS=0,2 e CV(%)=9

131

6.3.9 Efeito da deficiência de ferro na assimilação de gás carbônico e transpiração

em plantas de jequitibá-branco

A deficiência de ferro causou diminuição na taxa de assimilação de gás carbônico

(Figura 74) nas folhas das três partes das plantas de jequitibá-branco submetidas ao

tratamento deficiente de ferro. Contudo, somente houve diminuição da taxa de transpiração

(Figura 75), em relação às plantas do tratamento completo, nas folhas mais novas das plantas

de jequitibá-branco deficiência de ferro.

A justificativa para a deficiência de ferro causar a diminuição na taxa de assimilação

de gás carbônico (Figura 74) é que o nutriente tem o importante papel como componente de

enzimas envolvidas na transferência de elétrons nos cloroplastos e nas mitocôndrias

(EPSTEIN; BLOOM, 2006). Primeiramente, o ferro possui grande capacidade redox (Fe

) tornando-o importante nos processos de oxirredução no metabolismo da planta. Desta

forma, o ferro participa na reação de uma grande quantidade de enzimas, fazendo parte de

hemoproteína de enzimas importantes como os citocromos e catalase. As hemoproteínas nada

mais são do que enzimas que apresentam o grupo heme (complexo Fe-porfirina) como grupo

prostético (KERBAUY, 2004). O ferro também é parte dos citocromos, que são enzimas

importantes na transferência de elétrons na respiração e na fotossíntese, e da catalase, que é

uma enzima responsável por fazer a transformação (dismutase) do peróxido de hidrogênio

), tóxico às plantas, em água e oxigênio.

Além das hemoproteínas, o ferro também faz parte de proteínas contendo enxofre,

chamadas proteínas Fe-S, as quais são importantíssimas no metabolismo da planta (TAIZ;

ZIEGER, 2004). Um exemplo importante deste grupo é a ferredoxina, que catalisa a

transferência de elétrons em um grande número de processos metabólicos, como na

fotossíntese, na fixação biológica do N

, na redução do sulfato e na redutase do nitrato

(

EPSTEIN; BLOOM, 2006).

132

Figura 74 - Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em ferro. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,7 e CV(%)=6; Folhas intermediárias:

DMS=0,6 e CV(%)=4; Folhas velhas: DMS=0,6 e CV(%)=5

Figura 75 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em ferro. As médias seguidas pela mesma

letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,1 e CV(%)=10; Folhas intermediárias: DMS=0,2 e CV(%)=6; Folhas

velhas: DMS=0,2 e CV(%)=10

133

6.3.10 Efeito da deficiência de manganês na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

A deficiência de manganês causou a diminuição na taxa de assimilação de gás

carbônico (Figura 76), nas três partes das plantas de jequitibá-branco submetidas ao

tratamento com carência de manganês, quando comparado ao tratamento completo.

A taxa de transpiração (Figura 77) diminuiu em relação ao tratamento completo, nas

folhas novas e intermediárias, sendo que o mesmo não ocorreu nas folhas velhas.

O manganês fazendo parte do fotossistema II, em que a molécula de água é dividida e

o gás oxigênio liberado, explica a diminuição da assimilação de gás carbônico (Figura 76),

nas plantas de jequitibá-branco submetidas ao tratamento deficiente de manganês.

Conseqüentemente a deficiência de manganês na planta reduz o fluxo de elétrons do

fotossistema II (FS II) para o fotossistema I (FS I), ocasionando como efeito a diminuição na

produção de compostos redutores (ATP e NADPH) que seriam utilizados na fixação de C0

na fase bioquímica, o que justifica a diminuição na taxa de assimilação de gás carbônico e,

por conseguinte, a taxa de fotossíntese.

Figura 76 - Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em manganês. As

médias seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=1,0 e CV(%)=9,8; Folhas intermediárias:

DMS=0,6 e CV(%)=3,8; Folhas velhas: DMS=0,7 e CV(%)=6,6

134

Figura 77 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em manganês. As médias seguidas pela

mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si.

Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,2 e CV(%)=16,6; Folhas intermediárias: DMS=0,1 e CV(%)=5,6; Folhas

velhas: DMS=0,2 e CV(%)=9,7

135

6.3.11 Efeito da deficiência de zinco na assimilação de gás carbônico e

transpiração em plantas de jequitibá-branco

A deficiência de zinco diminuiu, em relação ao tratamento completo, a taxa de

assimilação de gás carbônico (Figura 78) nas folhas novas e velhas das plantas de jequitibá-

branco, mas o mesmo não ocorreu para as folhas intermediárias.

A taxa de transpiração (Figura 79) em todas as folhas das plantas de jequitibá-branco

submetidas ao tratamento deficiente de zinco foi menor, quando comparada com a taxa

determinada nas folhas de todas as partes das plantas do tratamento completo.

A principal causa da diminuição da taxa de assimilação de gás carbônico nas folhas

novas e velhas das plantas de jequitibá-branco deficientes de zinco é que este elemento

participa como componente estrutural e ativador das enzimas envolvidas no metabolismo do

DNA e RNA, da divisão celular e da síntese de proteínas. Além disso, mais de oitenta

proteínas contendo zinco foram relatadas.

Em muitas enzimas, o zinco é exigido no sítio ativo: a anidrase carbônica, dismutase

de superóxido (juntamente com cobre) e dehidrogenase de álcool são alguns exemplos. Em

outras enzimas, o zinco é um componente integral da proteína, mas não está próximo do sitio

ativo. Freqüentemente, em tais circunstâncias, o zinco se interconecta com o enxofre em

quatro cisteínas (EPSTEIN; BLOOM, 2006).

Além destas funções, o zinco participa da formação das proteínas ativas na transcrição

de DNA, denominadas “dedos de zinco”. Tais proteínas se conectam e identificam seqüências

de DNA. Os íons de zinco regulam a conformação do domínio da proteína que se conecta com

o DNA (TAIZ; ZIEGER, 2004).

136

Figura 78 - Assimilação de gás carbônico pelas folhas de três partes das plantas de jequitibá-

branco, submetidas ao tratamento completo e deficiente em zinco. As médias

seguidas pela mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem

estatisticamente entre si. Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de

probabilidade. Folhas novas: DMS=0,5 e CV(%)=5,6; Folhas intermediárias:

DMS=0,7 e CV(%)=4,4; Folhas velhas: DMS=0,5 e CV(%)=4,4

Figura 79 - Transpiração das folhas de três partes das plantas de jequitibá-branco, submetidas

ao tratamento completo e deficiente em manganês. As médias seguidas pela

mesma letra, dentro das categorias de folhas, não diferem estatisticamente entre si.

Foi aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Folhas novas:

DMS=0,2 e CV(%)=21,8; Folhas intermediárias: DMS=0,1 e CV(%)=5,8; Folhas

velhas: DMS=0,2 e CV(%)=13,9

137

6.4 Efeito da deficiência nutricional na altura e produção de biomassa seca

Os parâmetros biométricos utilizados para a avaliação dos efeitos da deficiência de

macronutrientes e micronutrientes nas plantas de aroeira-pimenteira, baba-de-boi e jequitibá-

branco foram: a altura e a produção de massa seca (produção de biomassa) das raízes, das

folhas e do caule, além da produção de massa seca total.

Para avaliação dos parâmetros biométricos são apresentados inicialmente os resultados

dos efeitos da deficiência de nutrientes na altura das plantas, através de gráficos de barras

(Figura 80, 81 e 82). Posteriormente, são vistos nas Tabelas 12, 13 e 14, os resultados do

efeito da deficiência de nutrientes na produção de biomassa.

A omissão de um dos macronutrientes afetou o crescimento em altura das plantas de

Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-pimenteira), Cordia superba Cham. (baba-de-boi) e

Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze (jequitibá-branco). Todavia, com relação aos

micronutrientes, a omissão de micronutriente nas três espécies florestais nativas provocou

efeitos diferentes na altura das plantas.

Enquanto nas plantas aroeira-pimenteira, a omissão de cobre, molibdênio e zinco não

limitou o desenvolvimento em altura, quando comparado ao tratamento completo (Figura 80),

nas plantas de baba-de-boi, somente a omissão boro ou zinco limitou o crescimento das

plantas (Figura 81).

O efeito da deficiência de zinco pode ser explicado pelo envolvimento do zinco nas

sínteses de proteínas e ácido indol acético, além da participação do zinco como componente

estrutural e ativador das enzimas envolvidas no metabolismo do DNA e RNA e divisão

celular (TAIZ; ZIEGER, 2004).

Nas plantas de jequitibá-branco somente a omissão do ferro não apresentou

comprometimento no crescimento em altura do vegetal (Figura 82).

138

Figura 80 - Altura média das plantas de aroeira-pimenteira submetidas ao tratamento

completo e de deficiência de nutrientes minerais. As médias das alturas com

asterisco (*) acima da barra diferem estatisticamente do tratamento completo. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. CV (%) = 7; DMS =

21,5

Figura 81 - Altura média das plantas de baba-de-boi submetidas ao tratamento completo e de

deficiência de nutrientes minerais. As médias das alturas com asterisco (*) acima

da barra diferem estatisticamente do tratamento completo. Foi aplicado o Teste de

Tukey ao nível de 5% de probabilidade. CV (%) = 5; DMS = 16,2

Schinus terebinthi

olius Raddi

Cordia su

erba Cham.

139

Figura 82 - Altura média das plantas de jequitibá-branco, submetidas ao tratamento completo

e de deficiência de nutrientes minerais. As médias das alturas com asterisco (*)

acima da barra diferem estatisticamente do tratamento completo. Foi aplicado o

Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. CV (%) = 6 ; DMS = 36,4

Além do crescimento em altura, houve diferenças na produção de biomassa seca entre

as plantas de Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-pimenteira) submetidas aos tratamentos

deficientes de nitrogênio, de fósforo, de potássio, de cálcio, de magnésio, de boro e de

manganês, em relação ao tratamento completo (Tabela 12).

Cariniana estrellensis

(

Raddi

)

Kintze

140

Tabela 12 - Produção de biomassa seca de folha, caule, raízes e total (g/planta) de aroeira-

pimenteira, em função dos tratamentos

Tratamento

Massa Seca (g/planta)

Folha Caule Raiz Planta inteira

Completo 26,1a* 18,0a 5,7bc 49,8 a

Omissão de N 7,5g 8,8e 4,2bc 20,5g

Omissão de P 18,6cd 14,5ab 2,8bc 35,9de

Omissão de K 19,8bcd 12,5bc 6,0bc 38,3de

Omissão de Ca 11,2fg 5,8e 2,8c 19,8g

Omissão de Mg 12,6ef 6,8de 4,5bc 23,9fg

Omissão de S 21,8abc 16,7a 6,7b 45,2abc

Omissão de B 20,8bc 14,6ab 4,2bc 39,6bcd

Omissão de Cu 25,8ª 16,9a 6,9b 49,6a

Omissão de Fe 20,7bc 16,1ab 11,0a 47,8ab

Omissão de Mn 16,0de 10,0cd 4,4bc 30,4ef

Omissão de Mo 26,1ª 18,5a 6,7b 51,3a

Omissão de Zn 23,2ab 16,6a 7,0b 46,8ab

CV (%) 7,92 10,21 22,13 7,33

Valor de F 45,35 38,47 7,97 52,54

DMS 4,50 4,00 3,8 8,3

* As médias seguidas pela mesma letra nas colunas não diferem estatisticamente entre si. Foi aplicado

o Teste de Tukey, ao nível de 5% de probabilidade.

141

As plantas de baba-de-boi tiveram a produção de biomassa limitada pela carência de

todos os macronutrientes e também pela carência de boro e manganês. (Tabela 13).

Tabela 13 - Produção de biomassa seca de folha, caule, raízes e total (g/planta) de baba-de-

boi, em função dos tratamentos

Tratamento

Massa Seca (g/planta)

Folhas* Caule* Raiz* Planta inteira*

Completo 19,5 a 31,8 a 33,4 a 84,8 a

Omissão de N 3,7 d 11,9 cd 6,8 c 22,4 e

Omissão de P 13,8 abc 26 a 13 c 53,8 cd

Omissão de K 9 bcd 16,4 cd 12,3 c 37,7 de

Omissão de Ca 8 cd 10,6 d 6,8 c 25,4 e

Omissão de Mg 12 abcd 18 bc 16,4 bc 46,6 d

Omissão de S 7,9 cd 25,2 a 13,9 c 47,0 d

Omissão de B 12,7 abc 26 a 14,2 c 52,7 cd

Omissão de Cu 18,1 a 30,8 a 33,0 a 82 ab

Omissão de Fe 15,2 abc 29,3 a 34,6 a 79,1 ab

Omissão de Mn 14,3 abc 24,9 ab 26,8 ab 66 bc

Omissão de Mo 17,7 ab 31,6 a 29,9 a 79 ab

Omissão de Zn 16 abc 29,5 ab 27,0 a 72,6 ab

CV (%) 22,8 10,2 16,9 9,9

Valor de F

(2)

7,4 27,4 26,0 42,3

DMS 8,8

7,2

10,4 16,9

* As médias seguidas pela mesma letra nas colunas não diferem estatisticamente entre si. Foi aplicado

o Teste de Tukey, ao nível de 5% de probabilidade.

Com exceção do ferro todos os outros micronutrientes e também os macronutrientes

diminuíram a produção de massa seca das plantas de jequitibá-branco em relação às plantas

bem supridas deste nutriente (Tabela 14).

Nas plantas de aroeira-pimenteira e de baba-de-boi, as omissões de nitrogênio, de

cálcio e de fósforo tiveram os efeitos mais pronunciados na produção de biomassa, quando

comparadas com o tratamento completo (Tabelas 12 e 13).

Com relação às plantas de jequitibá-branco, as omissões de nitrogênio, de fósforo e de

magnésio foram as que mais comprometeram a produção de biomassa seca (Tabela 14).

142

Tabela 14 - Produção de biomassa seca de folha, caule, raízes e total (g/planta) de jequitibá-

branco, em função dos tratamentos

Tratamento

Massa Seca (g/planta)

Folhas* Caule* Raiz* Planta inteira*

Completo 37,4 a 17,1 a 9,5 b 64,0 a

Omissão de N 12,7 f 5,7 f 4,7 d 23,1 g

Omissão de P 17,1 ef 10,8 e 4,0 d 31,9 f

Omissão de K 25,6 cd 14,7 bc 6,9 c 47,2 cd

Omissão de Ca 21,3 de 12,8 cde 6,7 c 40,8 de

Omissão de Mg 19,6 e 12,6 cde 6,6 c 38,8 ef

Omissão de S 21,4 de 12,4 de 6,8 c 40,6 de

Omissão de B 28,6 bc 12,4 de 4,7 d 45,7 d

Omissão de Cu 32,6 ab 15,4 ab 6,9 c 54,9 b

Omissão de Fe 31,9 ab 14,5 bcd 13,5 a 59,9 ab

Omissão de Mn 18,8 e 10,8 e 7,5 c 37,1 ef

Omissão de Zn 30,9 bc 15,3 ab 7,3 c 53,5 bc

CV (%) 7,5 6 9,1 5,2

Valor de F

(2)

49,00 43,60 44,40 78,60

DMS

5,5 2,3

1,90 6,80

* As médias seguidas pela mesma letra nas colunas não diferem estatisticamente entre si. Foi aplicado

o Teste de Tukey, ao nível de 5% de probabilidade.

Como visto nas Tabelas 12, 13 e 14 dentre os macronutrientes, a deficiência de

nitrogênio foi a mais limitante na produção inicial de biomassa seca em todas as espécies

florestais nativas. Isso porque de todos os nutrientes, o nitrogênio é quantitativamente o mais

importante para o crescimento das plantas, principalmente na fase inicial de desenvolvimento.

(ENGELS; MARSCHNER, 1995).

O crescimento retardado e lento das espécies florestais pela deficiência de nitrogênio é

devido ao seu papel desempenhado por esse elemento no metabolismo da planta, já que o

nitrogênio é um constituinte de muitos componentes da célula vegetal, incluindo aminoácidos

e, conseqüentemente as proteínas, e os ácidos nucléicos (TAIZ; ZIEGER, 2004).

Além disso, a função do nitrogênio nas plantas se dá por este nutriente estar presente

na composição de muitas enzimas, coenzimas, vitaminas, pigmentos e produtos secundários,

participando também de processos como absorção iônica, fotossíntese, respiração,

multiplicação e diferenciação celular (MARSCHNER, 1995; MALAVOLTA et al., 1997).

Os trabalhos da literatura informam que, quando há deficiência de nitrogênio, ocorre a

menor produção de biomassa e o amarelecimento precoce das folhas. Estes sintomas revelam

143

alteração na concentração de proteínas e enzimas indispensáveis ao desenvolvimento vegetal

(EPSTEIN; BLOOM, 2006; MALAVOLTA, 2006; KERBAUY, 2004).

O nitrogênio controla a taxa de crescimento da planta em grande escala, sendo que os

tecidos meristemáticos são caracterizados por alta síntese protéica, e os fotossintatos

transportados para esses locais são usados, predominantemente, na síntese de ácidos nucléicos

e proteínas (MENGEL et al., 2001).

A redução do peso seco de parte aérea em plantas de Acacia mangium, em virtude da

omissão de macronutrientes, foi observado por Dias et al. (1994), sendo que a ausência de

nitrogênio resultou no menor acúmulo de massa seca.

A deficiência de fósforo também prejudicou a produção de biomassa das plantas das

três espécies florestais nativas (Tabelas 12, 13 e 14). As plantas deficientes em fósforo têm

seu crescimento limitado, pois este nutriente tem função estrutural na planta, além de estar

ligado ao processo de transferência e armazenamento de energia, afetando vários processos

metabólicos como a síntese de proteínas e ácido nucléico (MALAVOLTA et al., 1989;

MENGEL; KIRKBY, 2001).

A deficiência do fósforo reduz muitos processos metabólicos, como por exemplo, a

divisão, a expansão celular, a respiração e a fotossíntese (Figura 58). Desta forma, a função

regulatória do fósforo na fotossíntese e no metabolismo dos carboidratos nas folhas pode ser

considerada os principais fatores limitantes do crescimento das plantas das três espécies

florestais nativas.

Como visto nas Tabelas 80, 81 e 82, a deficiência de fósforo comprometeu o

crescimento em altura das plantas, sendo constatado também em gravioleira por Avilán

(1975) e Silva et al. (1986), que observaram, na omissão de fósforo, que houve redução no

porte da planta, em relação ao tratamento completo, com sintomas de deficiência inicialmente

nas folhas inferiores, atingindo, em seguida, as folhas medianas e superiores, sendo, portanto,

esses sintomas de deficiência de fósforo semelhantes aos obtidos nesta pesquisa. Silva e

Muniz (1995) observaram também que Cedrella fissillis, na ausência de fósforo, reduziu seu

crescimento, além de apresentar escurecimento das nervuras.

Diferente do presente estudo, onde o nitrogênio foi o nutriente que mais comprometeu

o crescimento e produção de biomassa nas três espécies trabalhadas, Locatelli et al. (2007)

verificaram que a deficiência que mais limitou o crescimento em altura e diâmetro do colo do

cedro-rosa (Cedrela odorata L.) foi a de fósforo. O fósforo também foi o nutriente mais

limitante no crescimento da espécie Acácia mangium (BRAGA et al., 1995).

144

Nas plantas das três espécies florestais nativas, a deficiência de potássio causou a

diminuição na produção de biomassa seca, uma vez que este nutriente ativa enzimas

envolvidas na respiração e na fotossíntese, além de desempenhar papel na regulação do

potencial osmótico da célula vegetal (TAIZ; ZIEGER, 2004).

A deficiência de cálcio prejudicou o crescimento em altura e a produção de biomassa

seca das plantas das três espécies florestais nativas.

De acordo com Malavolta et al. (1997), o cálcio tem influência no crescimento e

desenvolvimento das plantas, pois está envolvido em processos como fotossíntese, divisão

celular, movimentos citoplasmáticos e aumento do volume celular. Os resultados mostrados

na Figura 62 obtidos corroboram as afirmações do autor quanto ao comprometimento da

fotossíntese.

Com a evolução dos sintomas, houve queda prematura das folhas, como visto na

diagnose visual, e as plantas sofreram redução no crescimento pela paralisação do

desenvolvimento apical (Figuras 78, 79 e 80). O cálcio, no processo metabólico, afeta a

atividade de hormônios e de enzimas, como os que regulam a senescência e a abscisão das

folhas e frutos (MALAVOLTA, 1980; MENGEL; KIRKBY, 1987; MARSCHNER, 1995).

A biomassa seca foi limitada pela deficiência de magnésio nas plantas das três

espécies florestais nativas, sendo que nas plantas de jequitibá-branco o efeito foi mais drástico

(Tabela 14). O magnésio é parte da estrutura da molécula de clorofila, juntamente com o

nitrogênio e outros elementos (TAIZ; ZIEGER, 2004). Deste modo, a deficiência de magnésio

compromete a síntese de clorofila, afetando, com isso, a fotossíntese (Figura 64) e, por

conseguinte, a produção de biomassa seca.

As plantas de aroeira-pimenteira, de baba-de-boi e de jequitibá-branco, deficientes de

enxofre, apresentaram menor produção de biomassa seca quando comparados aos respectivos

tratamentos completos.

Muitos dos sintomas de deficiência de enxofre são similares aos encontrados da

deficiência de nitrogênio, incluindo a clorose das folhas, a diminuição no crescimento vegetal

e o acúmulo de antocianina (TAIZ; ZIEGER, 2004). Isso porque, por fazer parte da estrutura

dos aminoácidos cisteína e da metionina, o enxofre também constitui várias coenzimas e

vitaminas fundamentais para o metabolismo vegetal (TAIZ; ZIEGER, 2004). A deficiência de

enxofre, afetando o metabolismo vegetal, compromete a produção de biomassa seca das

plantas (Tabelas 13 e 14).

Além da menor produção de biomassa seca, em relação ao tratamento completo, a

deficiência de boro causou, nas plantas das três espécies florestais nativas, a má formação de

145

raízes (Tabelas 12, 13 e 14), e folhas novas menores de boro afeta o funcionamento das

membranas do cloroplasto, comprometendo o transporte de elétrons nos tilacóides, resultando

em fotoinibição (GOLDBACH et al., 2007), prejudicando com isso o processo de

fotossíntese. O boro, tendo como principais funções o transporte de açúcares, o metabolismo

do RNA, a síntese do ácido indolacético – AIA, o metabolismo fenólico, a síntese de parede

celular, a lignificação e constituição de estrutura da parede celular (KERBAUY, 2004), a

deficiência do boro compromete a produção de biomassa seca das plantas.

A má formação e conseqüente diminuição da área das folhas novas, que afetam

indiretamente a fotossíntese, também são alterações que justificam a limitada produção de

biomassa seca nas plantas deficientes de boro.

A deficiência de manganês limitou a produção inicial de biomassa seca em todas as

espécies florestais nativas (Tabelas 12, 13 e 14). Isso porque a deficiência de manganês na

planta reduz o fluxo de elétrons do fotossistema II para o fotossistema I, ocasionando como

conseqüência a diminuição na produção de compostos redutores (ATP e NADPH) que seriam

utilizados na fixação de gás carbônico - CO

na fase bioquímica da fotossíntese. Não havendo

a fixação de CO

a produção de biomassa foi menor nas plantas deficientes em manganês,

quando comparadas às plantas dos tratamentos completos. Além do comprometimento da

fotossíntese, o manganês também é responsável pela ativação de um considerável número de

enzimas (EPSTEIN; BLOOM, 2006), que certamente podem causar a diminuição da produção

da biomassa seca das plantas deficientes em manganês.

De forma geral, as deficiências de cobre, ferro, molibdênio e zinco não causaram

efeitos estatisticamente significativos quanto à produção de biomassa seca, em relação ao

tratamento completo, nas três espécies florestais estudadas, exceção ao cobre e zinco para o

jequitibá-branco (Tabelas 12, 13 e 14).

Como as mudas das três espécies foram adquiridas em viveiro comercial que fazem a

adubação do substrato e, além disso, as plantas permaneceram durante três semanas em

solução nutritiva completa de Johnson et al. (1957), modificada, com 50% da concentração da

solução original, a quantidades acumuladas de cobre, ferro, molibdênio e zinco nestas duas

fases podem ter sido suficientes para nutrir as plantas durante o período do experimento, que

foi em média de 4 meses. Infere-se que, se o período com omissão continuasse, as plantas

deficientes destes nutrientes apresentariam biomassas secas menores que às biomassas das

plantas submetidas ao tratamento completo.

146

Neste estudo, destaca a diminuição da biomassa seca das raízes das plantas de aroeira-

pimenteira e jequitibá-branco, deficiente em fósforo e em boro quando comparado ao

tratamento completo (Tabelas 12 e 14).

Em dois trabalhos científicos (SILVA et al., 2007; LOCATELLI et al., 2007) a

omissão de micronutrientes de boro, ferro, manganês e zinco (SILVA et al., 2007) e em zinco

também não foi limitante para a produção de biomassa seca comentados a seguir:

Silva et al. (2007), utilizado como substrato um Latossolo Amarelo de baixa

fertilidade, verificaram que o tratamento com omissão de cobre restringiu o crescimento em

altura, diâmetro do colo, e limitou a produção de biomassa seca da parte aérea, do sistema

radicular e biomassa seca total de mogno (Swietenia macrophilla King), enquanto que o

mesmo não aconteceu quando houve omissão de boro, ferro, manganês e zinco na adubação.

Locatelli et al. (2007) verificaram que o micronutriente, cuja omissão foi mais

limitante ao crescimento inicial do cedro rosa (Cedrela odorata L.), em altura e diâmetro, foi

o zinco, mas foi o menos limitante quando foi avaliada a produção de biomassa seca, o

tratamento que recebeu este micronutriente não diferiu estatisticamente do tratamento em que

o zinco foi fornecido.

147

6.5 Efeito da deficiência nutricional no estoque de carbono do caule de

aroeira-pimenteira

O teor de carbono nos caules de (aroeira-pimenteira) variou de 47,3 %, no tratamento

com omissão de molibdênio a 45,2 % nas plantas deficientes de nitrogênio (Tabela 15).

Tabela 15 – Teor de carbono, massa seca e massa de carbono no caule de aroeira-pimenteira

Tratamento Teor de Carbono (%)

Massa do Caule Massa de carbono

da Aroeira-pimenteira (g) no caule (g)

Completo 45,7 f * 18,0a* 8,2

Deficiência de N 45,2 f 8,8e 4,0

Deficiência de P 46,4 bcd 14,5ab 6,7

Deficiência de K 46,6 abcd 12,5bc 5,8

Deficiência de Ca 46,7 abc 5,8e 2,7

Deficiência de Mg 45,3 ef 6,8de 3,1

Deficiência de S 45,8 ef 16,7a 7,6

Deficiência de B 45,9 cdef 14,6ab 6,7

Deficiência de Cu 45,8 def 16,9a 7,7

Deficiência de Fe 46,3 bcd 16,1ab 7,5

Deficiência de Mn 46,0 cde 10,0cd 4,6

Deficiência de Mo 47,3 a 18,5a 8,8

Deficiência de Zn 46,9 ab 16,6a 7,8

CV (%) 0,9 10,21 -

Valor de F

(2)

15,1 38,47 -

DMS 0,8 4 -

* As médias seguidas pela mesma letra, nas colunas, não diferem estatisticamente entre si. Foi

aplicado o Teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade

A deficiência nutricional, apesar de não provocar grandes alterações no teor de

carbono dos caules, causou efeito no estoque de carbono e na capacidade de seqüestro de

carbono tento em vista que a produção de biomassa seca é menor nas plantas deficientes de

alguns dos nutrientes minerais, principalmente o nitrogênio, fósforo, potássio, cálcio e

magnésio, em relação ao tratamento completo.

Isso pode ser justificado com os cálculos de massa de carbono no caule de aroeira-

pimenteira (Tabela 15). Pode-se constatar na Tabela 15, com exceção ao tratamento com

omissão de molibdênio, todos os demais estocaram quantidades de carbono inferiores ao

tratamento completo.

148

7. Conclusões

A hipótese de que a deficiência de um nutriente pode comprometer o sucesso dos

projetos de recuperação florestal de áreas degradadas, de restauração florestal e de

reflorestamento para seqüestro de carbono, que utilizam para estes fins o plantio de espécies

florestais nativas, foi comprovada pelos resultados obtidos, dos quais são ressaltados os que

seguem:

A) Na avaliação das ultra-estruturas celulares, localizadas no mesofilo de folhas de plantas

deficientes de macronutriente de jequitibá-branco, verificou-se as seguintes alterações:

- A deficiência de N, ou de P, ou de Ca, ou de S causou o aumento na quantidade de

grânulos de amido das células e no interior dos cloroplastos;

- A deficiência de S provocou a projeções do conteúdo de amido no cloroplasto;

- Ausência de grânulos de amido das células e no interior dos cloroplastos foram

sintomas de deficiência de K;

- A deficiência de N, ou P ou Mg provocou uma acentuada desorganização e má

formação das pilhas de tilacóides;

- A desestruturação da lamela média e, por conseguinte, aumento do espaço

intercelular, foram sintomas da deficiência de N, P, K e Ca.

- A deficiência de P ou de Mg provocou um acúmulo de lipídios das células,

principalmente na região do cloroplasto;

- A deficiência de K causou um rompimento na membrana dos vacúolos e projeções

do conteúdo na região adjacente aos cloroplastos;

- Cloroplastos dilatados e com membranas rompidas foram sintomas da deficiência de

Ca.

B) A análise tecidual das folhas de jequitibá-branco deficiente em macronutriente, com

auxilio da técnica de microscopia de luz, mostrou que:

- A deficiência de N aumentou a concentração de grão de amido nas bordas do

parênquima paliçádico;

- A deficiência de P, ou K, ou Ca causou aumento nos espaços intercelulares;

- A deficiência de Ca comprometeu drasticamente na formação do parênquima

paliçádico.

149

C) A diagnose visual de plantas com deficiência de um dos nutrientes revelou as seguintes

manifestações em relação às plantas sem deficiência nutricional:

- Clorose em folhas velhas e/ou novas (Deficiência de N, ou K, ou Ca, ou S, ou B, ou

Fe, ou Mn e ou Zn);

- Folhas lanceoladas, estreitas e pequenas (Deficiência de N, ou P, ou Ca ou B);

- Folhas com clorose internerval (Deficiência de Mg ou Mn);

- Internódios mais curtos (Deficiência de Zn);

- Crescimento retardado e lento das plantas (Deficiência de N);

- Senescência precoce das folhas (Deficiência de N ou Ca);

- Clorose e necrose das pontas e margens das folhas mais velhas (Deficiência de K, ou

Ca, ou Mg e ou Fe),

- Deformação e murchamento das folhas (Deficiência de K, ou Ca, ou Mg, ou B, ou

Cu, ou Mn ou Zn);

- Colapso do pecíolo (Deficiência de K ou Ca);

- Ápice caulinar (gema apical) necrosado, ou seja, morte do meristema apical do caule

(Deficiência de P ou B);

- Redução no tamanho das raízes (Deficiência de P, ou Ca ou B);

- Pontos de necrose no limbo das folhas (Deficiência de P, ou Ca, ou Cu ou Mn).

D) A omissão de um dos nutrientes na solução nutritiva provocou menor concentração dos

mesmos na parte aérea das plantas deficientes, em relação às plantas não deficientes.

E) A avaliação dos efeitos da deficiência nutricional na taxa de assimilação de gás carbônico e

na transpiração de jequitibá-branco a deficiência de um dos nutrientes de um modo geral

prejudicou as taxas de assimilação de carbono e de transpiração, sendo que:

- As taxas de assimilação de carbono e de transpiração das folhas novas,

intermediárias e velhas foram prejudicadas com as deficiências de N, ou P e ou S.

- A deficiência de Ca prejudicou as taxas de assimilação de carbono e de transpiração

somente nas folhas intermediárias e velhas;

- A deficiência de Mg prejudicou a taxa de assimilação de carbono nas folhas

intermediárias e velhas, sendo que a taxa de transpiração ficou comprometida em todas as

folhas;

150

- A deficiência de B prejudicou a taxa de assimilação de carbono nas folhas novas,

sendo que a taxa transpiração ficou comprometida em todas as folhas;

- A deficiência de Cu prejudicou a taxa de assimilação de carbono nas folhas novas e

intermediárias, sendo que a taxa de transpiração ficou comprometida nas folhas novas;

- A deficiência de Fe prejudicou a taxa de assimilação de carbono em todas as folhas,

sendo que a taxa de transpiração ficou comprometida nas folhas novas;

- A deficiência de Mn prejudicou a taxa de assimilação de carbono em todas as folhas,

sendo que a taxa de transpiração ficou comprometida nas folhas velhas.

- A deficiência de Zn somente prejudicou a taxa de assimilação de carbono nas folhas

novas, sendo que a taxa de transpiração ficou comprometida em todas as folhas.

F) A omissão de um dos macronutrientes limitou, em relação às plantas não deficientes, o

crescimento em altura das plantas de aroeira-pimenteira, de baba-de-boi e de jequitibá-branco.

G) Na avaliação do efeito da deficiência de micronutrientes no crescimento em altura, das

plantas das três espécies florestais, verificou-se que, foi variável em função da espécie, uma

vez que:

- A deficiência de Cu, ou de Mo ou de Zn em plantas de aroeira-pimenteira não causou

a variação na altura das plantas;

- Nas plantas de baba-de-boi, a omissão de Cu, ou de Fe, ou de Mn, ou de Mo alterou

o crescimento das plantas;

- Nas plantas de jequitibá-branco somente a deficiência de Fe não comprometeu o

crescimento em altura do vegetal.

H) As deficiências de N, ou P, ou K, ou Ca, ou Mg, ou B e ou de Mn limitaram a produção de

biomassa seca das plantas de aroeira-pimenteira, baba-de-boi e jequitibá-branco. A

deficiência de um dos nutrientes não diminuiu significativamente, em relação ao tratamento

completo, o teor de carbono no caule de aroeira-pimenteira.

I) As deficiências nutricionais, com exceções do S, Mo, Zn e Cu, motivou um menor estoque

de carbono no caule, quando comparado às plantas submetidas ao tratamento completo.

151

8. Considerações Finais

A deficiência de apenas um macronutrientes ou micronutrientes, que são exigidos

durante o ciclo de vida das espécies florestais nativas Schinus terebinthifolius Raddi (aroeira-

pimenteira), Cordia superba Cham. (baba-de-boi) e Cariniana estrellensis (Raddi) Kintze

(jequitibá-branco), afetou vários níveis de organização destas espécies, desde as ultra-

estruturas do limbo foliar, até mesmo a produção de biomassa seca.

Pelos resultados constatou-se uma seqüência de eventos que conduzem aos sintomas de

deficiência visuais.

Inicialmente a falta de um nutriente conduz a uma alteração molecular que,

conseqüentemente, leva as modificações nas ultra-estruturas das folhas. Essas modificações

levaram a alteração celular provocando, desta forma, uma modificação no tecido que,

provocaram os sintomas visuais e fisiológicos (fotossíntese e transpiração) e, por conseguinte,

interferiram negativamente na produção de biomassa seca.

As deficiências de nitrogênio, fósforo, potássio, cálcio, magnésio, enxofre, boro,

cobre, ferro, manganês, molibdênio e zinco prejudicaram a atividade fotossintética das plantas

e, conseqüentemente, houve uma menor biomassa e um menor seqüestro de carbono pelas

plantas.

Comprovando-se então que a deficiência nutricional comprometeu a produção de

biomassa das plantas e, conseqüentemente, o seqüestro de carbono, os resultados do presente

trabalho sugeriram que a implantação de florestas e a recuperação de áreas degradadas por

meio do reflorestamento, visando à redução da concentração do gás carbônico - CO

atmosfera, certamente é prejudicado com a não complementação nutricional quando o solo for

deficiente em qualquer dos nutrientes.

Assim sendo, os projetos de recuperação ou de restauração de ecossistemas

degradados, com intenção de promover a manutenção da biodiversidade, poderão não

conseguir o sucesso esperado.

152

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