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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
RELAÇÃO ENTRE O EXCESSO DE BASES DA DIETA, SUA
MANIPULAÇÃO MEDIANTE ADIÇÃO DE CÁTIONS E ÂNIONS
E O pH URINÁRIO E EQUILÍBRIO ÁCIDO-BÁSICO DE CÃES
Sandra Prudente Nogueira
Médica Veterinária
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
2010
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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
RELAÇÃO ENTRE O EXCESSO DE BASES DA DIETA, SUA
MANIPULAÇÃO MEDIANTE ADIÇÃO DE CÁTIONS E ANIONS
E O pH URINÁRIO E EQUILÍBRIO ÁCIDO-BÁSICO DE CÃES
Sandra Prudente Nogueira
Orientador: Prof. Dr. Aulus Cavalieri Carciofi
Dissertação apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e
Veterinárias – Unesp, Campus de Jaboticabal, como parte das
exigências para a obtenção do título de Mestre em Medicina
Veterinária (Clínica Médica Veterinária).
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
2010
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DADOS CURRICULARES DA AUTORA
SANDRA PRUDENTE NOGUEIRA – Nascida em 15 de janeiro de 1982, em São Paulo
-SP, graduou-se em Medicina Veterinária pela Universidade de Santo Amaro (UNISA)
em dezembro de 2004. Cursou o Programa de Aprimoramento em Medicina Veterinária,
área nutrição e nutrição clínica de cães e gatos nos anos de 2006 e 2007 pela
Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias da Universidade Estadual Paulista –
FCAV/UNESP – Campus de Jaboticabal, Jaboticabal - SP. Em março de 2008
ingressou no curso de mestrado do Programa de Pós Graduação em Medicina
Veterinária (Área de Clínica Médica Veterinária) na FCAV/UNESP, cuja conclusão é
alcançada com a apresentação e defesa da dissertação de mestrado, em questão.
''Quando a gente acha que tem todas as respostas,
vem a vida e muda todas as perguntas.''
Luís Fernando Veríssimo
Dedico
DedicoDedico
Dedico
Ao meu pai,
por me ensinar a amar os animais
Ofereço
OfereçoOfereço
Ofereço
A minha mãe e irmãs,
pelo apoio em todas as minha decisões
Agradecimento
Em primeiro lugar a Deus, por me dar força em todos os momentos difíceis e permitir ser
a pessoa que sou hoje.
Ao meu pai Américo Grilo Nogueira, in memorian, por me ensinar a amar todos os
animais e acreditar que vale a pena ir em busca de um sonho.
A minha mãe Neide Prudente Nogueira por todo o amor e apoio durante toda a minha
vida.
A Vanessa e Elaine, minhas irmãs, por compartilhar todos os momentos comigo e
também pela paciência e compreensão das minhas ausências.
As minhas avós, tios, tias, primos e primas que sempre estiveram do meu lado, me
apoiando em todas as horas.
Ao meu orientador, Professor Aulus, pela oportunidade de aprender muito sobre
nutrição, mas também a importância de ser um profissional sério.
Aos membros da banca de qualificação e defesa pelas importantes contribuições na
melhoria deste trabalho.
Aos meus grandes amigos muito mais que companheiros do laboratório, Márcio, Márcia,
Juliana, Fabiano, Eliana e Ricardo, cada um teve uma participação importante na minha vida
e tenho certeza que são amigos que vou levar para o resto da minha vida.
A toda a equipe do laboratório de nutrição, Michele, Flávio, Íris, Bruna, Letícia, Raquel e
Leandro pelos bons momentos e por toda ajuda.
A Ana Paula, estagiária e ajudante da iniciação científica, pela amizade e todos os
momentos. Aos demais estagiários principalmente, a Natalie (Pitanga), Mayara, Fernando
(Mulambento) e Danilo (Sivirino) pelo convívio e grande amizade.
As minhas amigas de república Cínthia e Carol por todos os momentos bons que
passamos e pela amizade que, tenho certeza, será por muitos anos.
Aos meus grandes amigos Giuliana, Tatiana, Sofia, Daniela (Grossi), Luís Fernando
(Cucula), Marcy, Gustavo (Sumô), Lia, Juliana (Pira), Thaís (Poxete), Mariana Rondelli que
perto ou longe, estão sempre presentes em todos os momentos de minha vida.
Aos funcionários do Laboratório de Pesquisa em Nutrição e Doenças Nutricionais de Cães
e Gatos ¨Prof. Dr. Flávio Prada¨, Elaine e Diego, pelo carinho com que tratam os animais e
pelo imenso apoio durante o experimento.
A todos os cães do nosso laboratório, pela contribuição nessa pesquisa e por sempre
estarem dispostos a oferecer companhia.
Agradeço a CAPES pelo auxílio concedido na bolsa
À Mogiana Alimentos S/A, pela manutenção financeira do Laboratório de Pesquisa em
Nutrição e Doenças Nutricionais de Cães e Gatos¨Prof. Dr. Flávio Prada¨.
iv
SUMÁRIO
Lista de Tabelas.........................................................................................
Lista de Figuras .........................................................................................
Lista de Abreviaturas.................................................................................
Resumo......................................................................................................
Abstract.......................................................................................................
1. INTRODUÇÃO
2. REVISÃO DE LITERATURA
...2.1. Excesso de Bases do Alimento.........................................................
...2.2. Urolitíase...........................................................................................
...2.3. pH urinário.........................................................................................
...2.4. Volume urinário e densidade específica..........................................
...2.5. Estimativa do pH urinário a partir da composição da dieta..............
...2.6 Medida in vivo do pH urinário.............................................................
...2.7. Equilíbrio ácido-básico......................................................................
3. MATERIAL E MÉTODOS
...3.1. Experimento 1
...3.1.1.Animais..............................................................................................
...3.1.2.Protocolo experimental......................................................................
...3.1.3 Dietas Experimentais.........................................................................
...3.1.4. Parâmetros avaliados........................................................................
3.1.4.1. Variáveis urinárias..................................................................
3.1.4.2. Qualidade fecal.......................................................................
3.1.4.3. Estudo do equilíbrio ácido-básico dos animais.......................
3.1.4.4. Análises dos alimentos............................................................
3.1.4.5. Estimativa do excesso de bases dos alimentos......................
...3.1.5. Análise estatística................................................................................
...3.2. Experimento 2
...3.2.1.Animais...............................................................................................
...3.2.2.Protocolo experimental........................................................................
...3.2.3 Dietas Experimentais...........................................................................
...3.2.4. Parâmetros avaliados..........................................................................
Página
vi
vii
viii
1
2
3
5
5
6
13
14
14
16
18
22
22
22
22
23
25
25
26
26
26
27
28
28
28
29
29
31
v
...3.2.5. Análise estatística................................................................................
...3.3. Experimento 3
...3.3.1.Animais.................................................................................................
...3.3.2.Protocolo experimental.........................................................................
...3.3.3 Dietas Experimentais............................................................................
...3.3.4. Parâmetros avaliados...........................................................................
...3.3.5. Análise estatística.................................................................................
4. RESULTADOS
...4.1 Experimento 1.............................................................................................
...4.2 Experimento 2.............................................................................................
...4.3 Experimento 3 ............................................................................................
...4.4 Equações para estimativa do pH urinário de cães a partir do EB dos
alimentos..............................................................................................................
5. DISCUSSÃO
6. CONCLUSÃO
7. REFERÊNCIAS
8. ANEXO
31
32
32
32
32
34
34
36
36
44
47
52
56
62
63
72
vi
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 Composição química analisada das dietas comerciais para cães adultos
empregadas no experimento....................................................................
Tabela 2 Composição química do alimento comercial para cães adultos
empregado no experimento 2 como dieta controle....................................
Tabela 3 Composição química e excesso de bases (EB) do sal empregado no
experimento 2 .............................................................................................
Tabela 4 Composição química do alimento comercial para cães adultos
empregado no experimento 3 como dieta controle......................................
Tabela 5 Composição química e excesso de bases (EB) dos sais empregados no
experimento 3...............................................................................................
Tabela 6 Ingestão de alimentos, escore fecal, excesso de bases das dietas, pH,
densidade e volume urinário e resultados de hemogasometria dos cães
mediante o consumo das dietas experimentais do experimento 1...............
Tabela 7 Composição analisada de macroelementos das dietas empregadas na
avaliação do citrato de potássio (experimento 2)………..............................
Tabela 8 Ingestão de alimentos, escore fecal, densidade, volume e pH urinário e
resultados de hemogasometria dos cães após o consumo das dietas
empregadas na avaliação do citrato de potássio (experimento 2)..............
Tabela 9 Composição analisada de macroelementos das dietas empregados no
teste dos acidificantes (experimento 3)........................................................
Tabela10 Ingestão de alimentos, escore fecal, densidade, volume e pH urinário e
resultados de hemogasometria dos cães mediante o consumo das dietas
empregadas no teste dos acidificantes (experimento 3)……………………
Tabela 11 Comparação entre o pH in vivo obtido para as 19 rações empregadas
nos experimentos 1, 2 e 3 com os estimados pela fórmula gerada na
presente pesquisa e as propostas por Zentek et al (1995) e Gevaert et al
(1991)……………………………………………………………………………..
24
30
31
33
34
37
52
54
44
46
48
49
54
vii
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 Eventos prováveis na formação de cristais na urina. Vários fatores
influenciam a solubilidade de minerais na urina, incluindo a concentração de
minerais litogênicos e não litogênicos, concentração de inibidores e
promotores de cristalização, temperatura, pH e força iônica (adaptado de
OSBORNE et al, 2000)…………………………………………………………
Figura 2 Correlação entre o pH urinário de cães mensurado (n=9) e o EB calculado
com enxofre ...................................................................................................
Figura 3 Correlação entre o pH urinário de cães mensurado (n=9) e o EB calculado
com aminoácidos sulfurados............................................................................
Figura 4 Correlação entre o pH urinário de cães mensurado (n=9) com o estimado
pelas equações propostas por ZENTEK et al (1995) e GEVAERT et al
(1991)................................................................................................................
Figura 5 Correlação entre o volume urinário (ml/KgPM/dia) e a ingestão de sódio
dos cães (g/KgPM/dia) ....................................................................................
Figura 6 Correlação entre a concentração de bicarbonato venoso da manhã e o EB
s
das dietas calculados com enxofre (mEq/kg MS)............................................
Figura 7 Correlação entre o EB venoso da tarde e o EBs das dietas calculado com
enxofre (mEq/kg MS).......................................................................................
Figura 8 Correlação entre o pH urinário mensurado in vivo e o EB
s
das dietas (n=19)
(mEq/kg MS).....................................................................................................
Figura 9 Correlação entre o pH urinário de cães mensurado in vivo (n=19) com os
estimados pela equação: pH urinário = 5,9853 + 0,0044*EB - 0,000003*EB²
12
39
40
41
42
51
51
52
55
viii
LISTA DE ABREVIATURAS
AOAC Association of Official Analytical Chemists
Ca Cálcio
C
5
H
11
NO
2
S Metionina
C
6
H
5
K
3
O
7
Citrato de potássio
Cl Cloro
EB Excesso de Bases
EB
aa
Excesso de Bases utilizando aminoácidos na formulação
EB
s
Excesso de Bases utilizando enxofre na formulação
EEHA Extrato etéreo hidrólise ácida
ENN Extrativo não nitrogenado
FB Fibra bruta
g Grama
H
+
Hidrogênio
K Potássio
Kcal Quilocaloria
Kg Quilograma
mEq Miliequivalentes
Mg Magnésio
mL Mililitros
MM Matéria mineral
MS Matéria seca
Na Sódio
(NaPO
3
)
6
Hexametafosfato de sódio
(NH
4
)
2
SO
4
Sulfato de amônio
NRC National Research Council
P Fósforo
PB Proteína bruta
PM Peso metabólico
PC Peso corporal
S Enxofre
1
RELAÇÃO ENTRE O EXCESSO DE BASES DA DIETA, SUA MANIPULAÇÃO MEDIANTE
ADIÇÃO DE CÁTIONS E ANIONS E O pH URINÁRIO E EQUILÍBRIO ÁCIDO-BÁSICO DE
CÃES
RESUMO: A composição de macroelementos da dieta influencia o equilíbrio ácido básico e as
características da urina de cães, contribuindo tanto para o desenvolvimento como prevenção de
urolitíases. O experimento 1 teve por objetivo comparar fórmulas para estimar o excesso de
bases (EB) do alimento, avaliando a influência do enxofre e dos aminoácidos sulfurados sobre
estes cálculos e o equilíbrio ácido-basico de cães. O segundo e terceiro estudo objetivaram
avaliar, respectivamente, os efeitos da adição de sal catiônico (citrato de potássio em duas
doses, 150mEq/kg e 300mEq/kg de dieta) e compostos aniônicos (hexametafosfato de sódio,
metionina e sulfato de amônio, em duas doses cada um, -150mEq/kg e -300mEq/kg) em dietas
para cães. Os cães permaneceram em gaiolas metabólicas durante cinco dias de adaptação à
dieta, seguidos por três dias de coleta de urina total. Durante a coleta, a urina produzida em
cada período de 24 horas teve seu volume, densidade e pH aferidos. O equilíbrio ácido-básico
foi estudado por hemogasometria de sangue venoso, em amostras coletadas às 8:00hs (antes
do fornecimento do alimento) e 15hs (6 horas após alimentação). O primeiro experimento incluiu
nove alimentos comerciais e nove cães, em um delineamento quadrado latino 9x9. O pH
urinário variou entre 6,47±0,23 a 7,77±0,16, o EB entre 75 e 765 mEq/kg MS. Foi observada
diferença média de -57 mEq/kg entre o EB
calculado com enxofre (EB
s
) e o EB calculado com
aminoácidos sulfurados, sendo o primeiro melhor estimativa do EB do alimento. O pH urinário
apresentou alta correlação com o EB
S
(r=0,98; p<0,001). No segundo experimento houve
aumento linear do pH urinário mediante adição de citrato de potássio (p<0,05), elevando-se o
pH urinário de 5,97±0,19 (controle) a 7,11±0,11 (300mEq citrato de potássio/kg; p<0,001). No
terceiro experimento foi verificada redução do pH urinário de 6,81±0,10 (controle) a 5,45±0,23 (-
300mEq/kg de sulfato de amônio; p<0,0001). Sulfato de amônio e metionina mostraram-se
efetivos em acidificar a urina, mas hexametafosfato de sódio não. Acidemia e reduzido EB
sanguíneo foram verificadas nas dietas com EB
s
menores que zero, havendo episódios de
vômito nos cães alimentados com os tratamentos -300mEq/kg de metionina (EB
s
= 4; 27,7g
metionina/kg ração) e -300mEq/kg de sulfato de amônio (EB
s
= -51). Conclui-se que o cálculo do
EB empregando-se os macroelementos junto com o enxofre revela-se mais adequado e que a
dieta de cães deve apresentar EB
s
superior a 50mEq/kg.
Palavras-chave: hemogasometria, metionina, minerais, urolitíase
2
RELATIONSHIP BETWEEN FOOD BASE EXCESS, ITS MANIPULATION BY ADDITION OF
CATIONS AND ANIONS AND URINARY pH AND ACID-BASIC BALANCE IN DOGS
SUMMARY: Food mineral composition influences the acid-basic balance and characteristics of
dogs’ urine, contributing for both development and prevention of urolithiasis. The first
experiment compared formulas to estimate food base excess (BE), evaluating the influence of
total sulfur and sulfur amino acids on these calculations and acid-basic balance of dogs. The
second and third experiments evaluated, respectively, the effects of addition of a cationic salt
(potassium citrate in two doses, 150mEq/kg and 300mEq/kg of diet) and anionic compounds
(sodium hexametaphosphate, methionine and ammonium sulphate, also in two doses, -
150mEq/kg and -300mEq/kg) in diets for dogs. Dogs were kept in metabolic cages for five days
of adaptation phase to the diet, followed by three days of total urine collection. During collection,
each 24 hours of produced urine were analyzed for density, volume and pH. Acid-basic balance
was appraised by blood gas analysis of venous blood, in samples collected at 8:00h (before
food consumption) and 15:00h (6 hours after meal). First experiment included nine commercial
diets and nine dogs, in a Latin Square 9x9 design. The urinary pH varied between 6.47±0.23 to
7.77±0.16, BE between 75 and 765mEq/kg. A mean difference of -57mEq/kg was observed
between BE calculations with sulfur (BEs) and BE calculations with sulfur amino acids, being the
first formula a better tool to estimate food BE. The urinary pH presented high correlation with
BEs (r=0.98; p<0.001). In second experiment was verified a linear increase of urinary pH by
addition of potassium citrate (p<0.05), increasing the urinary pH from 5.97±0.19 (control) to
7.11±0.11 (300mEq potassium citrate/kg; p<0.001). In third experiment a reduction of urinary pH
from 6.81±0.10 (control) to 5.45±0.23 (-300mEq/kg of ammonium sulphate; p<0.0001) was
observed. Ammonium sulphate and methionine were effective in acidifying urine, but sodium
hexametaphosphate wasn’t. Acidemia and reduced blood BE were verified in diets with BEs
lower than zero, happening vomit episodes in dogs fed with treatments -300mEq/kg of
methionine (BEs= 4; 27.7g of methionine/kg of diet) and -300 mEq/kg of ammonium sulphate
(EBs= -51). The BE calculation using formula with minerals and sulfur was more appropriate.
Dogs’ diet should present BEs higher than 50mEq/kg.
Key words: blood gas analysis, methionine, minerals, urolithiasis
3
1. INTRODUÇÃO
Cada vez mais cães e gatos ocupam papéis importantes na sociedade sendo
criados em todo o mundo como “membros da família”, aumentando a responsabilidade
dos fabricantes de alimentos para cães e gatos (CARCIOFI, 2005). Hoje em dia, existe
a preocupação de se buscar, através da nutrição, uma maior e melhor expectativa de
vida para esses animais.
Os efeitos metabólicos do alimento estão relacionados com alterações da saúde
a longo prazo, que podem se estabelecer no decorrer de vários meses ou anos de
ingestão alimentar. Alguns exemplos incluem as urolitíases, nefropatias, alterações
articulares, distúrbios cardio-circulatórios, obesidade, intolerância aos carboidratos
(Diabetes Mellitus), dentre outras, todas relacionadas com a qualidade de vida e
longevidade de cães e gatos (CARCIOFI, 2007).
A urolitíase é um problema comum do trato urinário inferior (GLEATON et
al, 2001; YAMKA & MICKELSEN, 2006; STEVENSON & RUTGERS, 2006). A dieta
influencia a composição da urina e mudanças dietéticas muitas vezes são incorporadas
no tratamento de urolitíases (GLEATON et al, 2001). A composição dietética pode
afetar fortemente o equilíbrio ácido básico. O Cl, P e S do alimento podem formar ácido
potencial, enquanto o Na, K, Ca e Mg podem formar base potencial (REMER, 2000).
Tendo em vista a importante influência do pH da urina na formação de urólitos,
têm surgido interesse no desenvolvimento de métodos de predição de seu pH por
intermédio da composição de macroelementos e aminoácidos, ou mais
especificamente, composição cátion-aniônica do alimento (KIENZLE et al, 1991;
ZENTEK & SCHULZ, 2004; YAMKA & MICKELSEN, 2006). O cálculo do excesso de
base (EB) têm sido método prático de se predizer o efeito de um alimento sobre o pH
urinário. O EB é estabelecido pela diferença entre os cátions e ânions presentes na
dieta (ALLEN & KRUGER, 2000; DEL CLARO et al, 2006). Esta relação é fundamental
aos processos metabólicos do animal, como por exemplo, em seu equilíbrio ácido-
básico, tendo sido intensivamente pesquisada e utilizada na produção animal
(CAVALIERI & SANTOS, 2002; DEL CLARO et al, 2006). Mais recentemente, alguns
4
estudos sobre sua influência no metabolismo de cães e gatos têm surgido (KIENZLE &
WILMS-EILERS, 1994; ZENTEK et al, 1995; WAGNER et al, 2006; YAMKA et al, 2006;
YAMKA & MICKELSEN, 2006).
Esta dissertação enfocou a importância fisiológica e as alterações metabólicas
conseqüentes ao equilíbrio de macroelementos da dieta de cães, abordando
especificamente a relação entre cátions e ânions do alimento e seus efeitos sobre o
equilíbrio ácido-básico e o pH urinário dos animais.
O primeiro experimento teve por objetivo avaliar o pH urinário dos cães e seu
equilíbrio ácido-básico por hemogasometria venosa, correlacionando-os com a
composição química, teores de macro elementos e excesso de bases do alimento,
utilizando-se para isto equações já existentes na literatura e propondo-se novas
equações para estes cálculos, avaliando, também, a influência do enxofre e dos
aminoácidos sulfurados sobre os cálculos do EB da dieta.
O segundo experimento teve por objetivo avaliar o efeito da adição de sal
catiônico alcalinizante (citrato de potássio) e o terceiro experimento de sais aniônicos
acidificantes (metionina, sulfato de amônio e hexametafosfato de sódio), estudando os
efeitos da modificação do EB de um alimento seco para cães mediante adição de
cátions e anions, buscando-se analisar as equações desenvolvidas no primeiro
experimento, estudar a eficácia desses sais e verificar possíveis perturbações no
equilíbrio ácido-básico dos animais decorrentes destas modificações na composição
mineral da dieta.
5
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Excesso de bases do alimento
Os macroelementos da dieta podem ser classificados como ânions ou cátions.
Ânions são íons com carga negativa e cátions são íons com carga positiva. Os íons são
classificados como átomos ou por grupos de um ou mais átomos com carga elétrica
capaz de ganhar ou perder elétrons. No organismo, cátions e anions são abundantes e
são responsáveis por uma vasta variedade de funções biológicas.(QUIGLEY, 2001). Os
cátions dietéticos mais importantes são o sódio, o potássio, o cálcio e o magnésio e os
ânions o cloro, o enxofre e o fósforo (BLOCK, 1984; REMER, 2000). O EB da dieta é
definido como a diferença em miliequivalentes (mEq) entre os principais cátions e
ânions fixos totais presentes no alimento, que tem um impacto direto sobre o
metabolismos ácido-básico (BLOCK, 1994; CAVALIERI & SANTOS, 2002; DEL CLARO
et al, 2006). O EB pode ser calculado a partir de várias equações. Para os cálculos são
necessários os pesos equivalentes dos minerais, pois o balanço ácido-básico é afetado
pela carga elétrica, não pela massa. Desta forma cada íon exerce seu efeito de acordo
com a sua valência, ou carga elétrica (CAVALIERI & SANTOS, 2002; DEL CLARO et al,
2006).
Sódio, potássio e cloro são íons monovalentes e exercem forte efeito iônico no
equilíbrio ácido-básico, sendo denominados de “íons fortes”. Esses íons são utilizados
no cálculo devido a sua importante participação no metabolismo animal, principalmente
no balanço osmótico, balanço ácido-básico, mecanismos de transporte em membrana e
integridade das membranas celulares. O enxofre é outro ânion empregado no cálculo
do EB, devido a sua capacidade de acidificar diretamente os fluídos biológicos (BLOCK,
1984; DEL CLARO et al, 2005). O ânion fósforo é responsável, entre outras funções,
por manter o balanço ácido-básico no organismo. Os cátions Ca e Mg, que também
fazem parte do cálculo do EB, são macroelementos predominantemente alcalinizantes,
potentes modificadores do pH dos fluidos corporais (DiBARTOLA, 2006).
O EB do
alimento, também conhecido como balanço cátion-aniônico dietético, diferença cátion-
6
aniônica da dieta, balanço eletrolítico ou balanço iônico da dieta, representa a diferença
entre os cátions e os ânions fixos totais (DEL CLARO et al, 2005).
O EB da dieta é importante em vários aspectos do metabolismo, refletindo-se
sobre o funcionamento neuromuscular, osteoarticular, função respiratória, função renal
e cardiovascular (DiBARTOLA, 2006; KANEKO et al, 2008). Situações de doença, em
algumas circunstâncias, levam inclusive a alterações na necessidade de macro-
elementos dietéticos, devendo isto ser considerado para que a dieta se adapte melhor
às alterações metabólicas pelas quais passa o animal (HAND, et al, 2000). Nos últimos
anos, muito se tem pesquisado sobre a manipulação do equilíbrio ácido-básico na
prevenção de doenças metabólicas (DEL CLARO et al, 2006).
2.2 Urolitíase
A Urolitíase é uma causa comum de doença do trato urinário em animais de
companhia (GLEATON et al, 2001; YAMKA & MICKELSEN, 2006; STEVENSON &
RUTGERS, 2006). Os urólitos são agregados de material cristalino e matriz que se
forma em um ou mais locais do trato urinário quando a urina se torna supersaturada
com substâncias cristalogênicas (ULRICH et al, 1996). Eles podem estar localizados
nos rins, ureteres, bexiga ou uretra. As urolitíases são responsáveis por cerca de 18%
das consultas veterinárias em cães com doença do trato urinário inferior (STEVENSON
& RUTGERS, 2006). As manifestações clínicas mais frequentemente observadas são
hematúria, polaciúria, estrangúria, piúria e disúria (OSBORNE et al, 2000; STEVENSON
& RUTGERS , 2006; OYAFUSO, 2008). Alguns estudos mostram que cães de raças
pequenas e miniatura apresentam urólito mais frequentemente se comparado aos cães
de raças grandes (LULICH et al, 1999; STEVENSON et al, 2003a). A predisposição
para raças pequenas pode ser devida ao baixo volume urinário, menor número de
micções e aumento da concentração mineral da urina (STEVENSON et al, 2003a).
Tanto a incidência quanto a composição dos urólitos podem ser influenciadas por
fatores como: espécie, raça, sexo, idade, dieta, existência de anormalidades
anatômicas, infecções de vias urinárias, medicação e pH urinário (OSBORNE et al,
7
2000; HOPPE, 1994). Considera-se que os quatro urólitos mais comumente encontrado
nos cães sejam os de fosfato de amônio magnesiano (estruvita), oxalato de cálcio, urato
de amônio e cistina. Os menos encontrados são fosfato de cálcio e sílica (STEVENSON
& MARKWELL, 2001).
Segundo um levantamento realizado por Camargo (2004) sobre a casuística de
urólitos verificada no Hospital Veterinário da FCAV/UNESP no período de 1999 a 2003,
encontrou um total de 87 casos. Destes, 24,14% eram urólitos de cães de composição
mista de estruvita com oxalato de cálcio, 24,14% mista de estruvita, oxalato de cálcio e
hidroxiapatita, 14,94% urólito puro de oxalato de cálcio e 12,64% urólito puro de
estruvita . Observou-se neste estudo que 81,6% dos cálculos continham estruvita pura
ou associada a outro mineral, mostrando elevada incidência deste urólito em nosso
meio.
Outro estudo na Bélgica comparou a composição dos urólitos encontrados no
ano de 1994 com a dos urólitos encontrados no ano de 2003. Verificaram que no ano de
1994, 51% eram compostos de estruvita e 33% de oxalato de cálcio e, em 2003, que
40% dos urólitos eram de estruvita e 46% de oxalado de cálcio. O estudo demonstrou
que na última década a proporção relativa de urólitos de oxalato de cálcio têm
aumentado na Europa e que os urólitos de estruvita têm diminuído (PICAVET et al,
2007).
Houston et al (2004), em estudo retrospectivo de 5 anos de cães do Canadá
(durante os anos de 1998 a 2003), analisaram mais de 16.000 urólitos verificando que
os de estruvita foram os mais freqüentes (43,8%), seguidos dos de oxalato de cálcio
(41,5%). Os menos freqüentes foram os de urato (4,8%), fosfato de cálcio (2,2%), sílica
(0,9%), cistina (0,4%) e misto (6,5%).
No entanto, dados obtidos de populações de animais fora do Brasil podem não
representar a realidade de nosso país, já que composição química dos alimentos
industrializados produzidos no Brasil inclui menos proteína e mais cálcio, fósforo e
magnésio, levando a uma maior alcalinização urinária do que o verificado na Europa e
Estados Unidos (CARCIOFI et al, 2006).
8
Os cães são carnívoros por natureza, capazes de ingerir e excretar grandes
quantidades de carga ácida. A composição dos alimentos comerciais para cães da
atualidade impõe uma carga catiônica, sugerindo que boa parte dos alimentos
industrializados brasileiros possivelmente induza os animais a produzirem urina
alcalina, favorecendo a formação de urolitíase por estruvita (GEVAERT et al, 1991;
CARCIOFI et al, 2007). Isto corrobora os achados de Camargo (2004) no qual a maioria
dos urólitos analisados apresentava composição pura ou mista deste urólito.
A identificação correta do tipo, ou tipos de minerais contidos num urólito é
fundamental para a aplicação do regime preventivo e terapêutico adequado. Este é
importante para o estabelecimento de estratégias de dissolução ou minimização de seu
crescimento. Os urólitos que contém pelo menos 70% de um tipo de mineral e esteja
associados a uma ou mais camadas de um mineral diferente é classificado como um
urólitos composto. Os que apresentarem menos de 70% de um único componente
mineral são classificados como urólitos mistos (MOORE, 2007; ULRICH et al, 2008).
O urólito de estruvita ou fosfato amoníaco magnesiano hexahidratado
(MgNH
4
PO
4
·6H
2
0) se forma quando a urina está supersaturada com magnésio, amônio
ou fósforo e seu pH alcalino (OSBORNE et al, 2000; SEAMAN & BARTGES, 2001). Os
urólitos de estruvita em cães geralmente estão associados a uma infecção do trato
urinário por bactéria produtora de urease, como Staphylococcus spp ou Proteus spp
(STEVENSON & MARKWELL, 2001; BUFFINGTON et al, 2004; ULRICH et al, 2008;
HESSE & NEIGER, 2009). Por causa desta elevada associação com infecção do trato
urinário, os urólitos de estruvita são mais comuns em fêmeas, acometendo cães de 1
ano até idosos (OSBORNE et al, 2000; OYAFUSO, 2008; HESSE & NEIGER, 2009).
São encontrados mais comumente na vesícula urinária, embora sua ocorrência possa
ser em qualquer local do trato urinário (BUFFINGTON et al, 2004; HESSE & NEIGER,
2009). Desta forma, ao contrário do gato, o urólito de estruvita no cão não é tipicamente
produzido num ambiente estéril, resultando em diferenças nas abordagens nutricional e
terapêutica (BUFFINGTON et al, 2004; YAMKA & MICKELSEN, 2006).
A hidrólise da uréia pelas bactérias produtoras de urease liberam duas moléculas
de amônia e uma de dióxido de carbono. O dióxido de carbono se combina com o ácido
9
carbônico, que logo se dissocia resultando em aumento do bicarbonato. Amônia reage
espontaneamente com a água, para produzir o íon amônio (NH4
+
) e íons hidroxila, que
diminuem as concentrações de íons hidrogênio na urina, resultando na formação de
uma urina alcalina. Este ambiente alcalino aumenta a dissociação do fosfato
hidrogenado monobásico (H
2
PO
4
-
), aumentando a concentração de íons fosfato (PO
4
3-
),
necessários para a formação dos cristais de estruvita (OSBORNE et al, 2000;
MARKWELL & STEVENSON, 2000; SEAMAN & BARTGES, 2001; BUFFINGTON et al,
2004; YAMKA & MICKELSEN, 2006; OYAFUSO, 2008). Com o aumento das
concentrações de NH4
+
e PO
4
3-
e na presença de magnésio (Mg
2+
) e pH urinário
alcalino, o produto de solubilidade e formação de estruvita se eleva, resultando em sua
precipitação (OSBORNE et al, 2000; SEAMAN & BARTGES, 2001; BUFFINGTON et al,
2004). Geralmente cristais de estruvita se dissolvem em uma urina com pH menor que
6,3 e se tornam menos solúveis e de fácil precipitação em pH maior que 6,8. Uma vez
formados, os cristais podem manter-se na urina em pH próximo a 7,0 (GLEATON et al,
2001; OYAFUSO, 2008).
A prevenção de urólitos de estruvita em cães requer a formação de urina
subsaturada e o controle da infecção do trato urinário, quando existente. A combinação
do manejo dietético com a terapia antimicrobiana é essencial para o sucesso do
tratamento. O manejo dietético visa o aumento do volume urinário e a redução na
concentração urinária de uréia (substratos para urease microbiana), fosfato e magnésio
(OSBORNE et al, 2009). O pH urinário é o fator mais importante no controle da
saturação de cristais de estruvita, sendo sua redução por meio do manejo dietético o
método mais prático e efetivo de se subsaturar a urina para os cristais de estruvita. A
restrição da ingestão de cristalóides dietéticos também pode ser benéfica, embora
mudança nas concentrações de magnésio e fosfato cause muito menos impacto na
saturação quando comparado à mudança do pH urinário (MARKWELL & STEVENSON,
2000).
O oxalato de cálcio apresenta-se em 2 formas cristalinas: monohidratado e
menos freqüente na forma dihidratado (OSBORNE et al, 2000; OYAFUSO, 2008). Os
urólitos de oxalato de cálcio são mais comumente encontrados em machos e tendem a
10
ocorrer em cães mais idosos, com idade entre 8 a 12 anos (MARKWELL &
STEVENSON, 2000; OSBORNE et al, 2000, OYAFUSO, 2008). Embora as causas
deste tipo de urólito não estejam totalmente compreendidas, acredita-se que diversas
anormalidades metabólicas estejam envolvidas (OYAFUSO, 2008). Em cães os urólitos
de oxalato de cálcio são encontrados mais comumente na vesícula urinária e uretra,
embora sua ocorrência possa ser em qualquer local do trato urinário (HESSE &
NEIGER, 2009). Os fatores envolvidos na patogenia frequentemente incluem aumento
da concentração de cálcio e oxalato na urina e diminuição ou defeito dos inibidores de
agregação urinária de cristais (OSBORNE et al, 2000; BARTGES et al, 2004;
OYAFUSO, 2008; HESSE & NEIGER, 2009).
A hipercalciúria em cães provavelmente ocorre mais comumente no período pós
prandial e em associação com a absorção do cálcio do intestino. A homeostase do
cálcio se deve principalmente a ação do paratormônio, calcitonia e calcitriol no
esqueleto, intestino e rins. A hipercalciúria pode ser resultado de uma absorção
intestinal excessiva de cálcio, deterioração da conservação renal de cálcio ou
mobilização excessiva de cálcio do esqueleto (OSBORNE et al, 2000; BARGES et al,
2004). Outras causas potenciais de hipercalciúria são: ingestão de dietas ricas em
cálcio, administração excessiva de ácido ascórbico, reabsorção tubular defeituosa de
cálcio, secundária a hipercalcemia (por exemplo, no hiperparatireoidismo primário,
hipercalcemia paraneoplásia, hiperadrenocorticismo, hipervitaminose D e ressecção
intestinal) (OSBORNE et al, 2000; BUFFINGTON et al, 2004; OYAFUSO, 2008;
GISSELMAN et al, 2009). A acidose crônica também é causa de hipercalciúria já que
esta pode estar associada com uma excreção urinária aumentada de cálcio resultante
do aumento de cálcio liberado dos ossos (BUFFINGTON et al, 2004). Algumas drogas
como glicocorticóides e furosemida também podem resultar em hipercalciúria (BARGES
et al, 2004). Segundo Hesse & Neiger (2009) a hipercalciúria é a principal responsável
pela ocorrência dos urólitos de oxalato de cálcio em cães.
A hiperoxalúria é outro fator na formação de urólitos de oxalato de cálcio.
Elevada absorção intestinal ou síntese acelerada de ácido oxálico podem produzir
hiperoxalúria (OSBORNE et al, 2000). O ácido oxálico é um produto final do
11
metabolismo do ácido ascórbico e vários aminoácidos, como a glicina e serina,
derivados de fontes alimentares (BARGES et al, 2004). Em humanos, alguns fatores
como o aumento do oxalato dietético, defeitos no metabolismo do oxalato, a deficiência
de vitamina B6 (piridoxina) e diminuição das bactérias intestinais (Oxalobacter
formigenes) que degradam o oxalato no intestino podem resultar em aumento da
concentração de oxalato urinário e predispor a urolitíase, porém em cães esses fatores
são pouco elucidados (BUFFINGTON et al, 2004; HESSE & NEIGER, 2009). A
hiperoxalúria também pode ocorrer com o aumento da ingestão de alimentos que são
precursores de oxalato, como espinafre, amendoim, nozes e vitamina C (GISSELMAN
et al, 2009).
A urina é uma solução complexa composta por muitas substâncias que podem
inibir ou promover o crescimento, agregação e formação de cristais. A diminuição ou
defeitos de inibidores pode contribuir para a formação de urólitos. Os principais
inibidores são citrato, magnésio, pirofosfato, nefrocalcina e proteína de Tamm-Horsfall
que formam sais solúveis com o cálcio ou ácido oxálico reduzindo a disponibilidade
destes para precipitação e consequente formação do urólito (BARGES et al, 2004).
Diferente do urólito de estruvita, o pH urinário não afeta significativamente a
supersaturação de oxalato de cálcio no pH urinário normal (MARKWELL &
STEVENSON, 2000; BUFFINGTON et al, 2004). O risco para a formação desse urólito
é determinado pelo nível de saturação da urina com oxalato de cálcio e o balanço entre
a concentração de promotores e inibidores da formação de cristais. Para a prevenção
deste tipo de urólito deve-se propiciar formação de urina subsaturada para cristais de
oxalato de cálcio, evitando a agregação dos mesmos (STEVENSON et al, 2003a).
Dietas que induzem pH urinário a valores inferiores a 6,29 e apresentam muito pouco
magnésio podem aumentar o risco de formação de cristais de oxalato de cálcio
(MARKWELL et al, 1998). É interessante notar que o magnésio tem um papel protetor,
diminuindo a formação deste urólito (OSBORNE et al, 2000).
O conceito de saturação urinária é hoje o mais importante para a compreensão
da formação de urólitos. Sua aplicação à prevenção de urolitíases inclui modificação do
pH urinário, redução da ingestão e excreção de substâncias calculogênicas e aumento
12
do volume de urina (CARCIOFI, 2007). Para o urólito de estruvita acredita-se que
dentre estes fatores a redução do pH urinário seja o mais efetivo, enquanto para o
urólito de oxalato de cálcio a promoção de subsaturação da urina seja a principal
medida (MARKWELL & STEVENSON, 2000). A dieta influi decisivamente na saturação
e pH urinários, podendo assim contribuir no aparecimento, manejo ou prevenção de
recidivas de urolitíases (KIENZLE et al, 1991; ZENTEK & SCHULZ, 2004). Ingredientes
da dieta, sua digestibilidade, composição química e métodos de alimentação afetam o
volume, pH gravidade específica e concentração de solutos específicos da urina
(MARKWELL et al, 1998; CARCIOFI et al, 2005).
Na Figura 1 encontra-se um esquema da saturação urinária.
Figura 1. Eventos prováveis na formação de cristais na urina. Vários
fatores influenciam a solubilidade de minerais na urina, incluindo a
concentração de minerais litogênicos e não litogênicos,
concentração de inibidores e promotores de cristalização,
temperatura, pH e força iônica (adaptado de OSBORNE et al, 2000).
Subsaturação (solução estável)
Não há nucleação
Não há crescimento
Não há agregação de cristais
Cristais/urólitos podem dissolver
Supersaturação (solução metaestável)
Nucleação heterogênea
Crescimento mínimo
Agregação mínima
Não há dissolução de cristais
Sobresaturação (solução instável)
Nucleação espontânea
Crescimento rápido de cristais e agregação
Não há dissolução de cristais
concentração
de íons
Contém mais soluto
do que o esperado
Contém sais
não solubilizados
Baixa concentração
de soluto
13
2.3 pH urinário
A modificação do pH urinário por intermédio da alimentação pode ser eficaz no
controle de alguns urólitos, mas não todos (STEVENSON & RUTGERS, 2006),
influenciando o tipo de precipitado mineral que será formado (GLEATON et al, 2001). O
pH urinário de cães encontra-se entre 5,5 e 7,5, variando com o tipo de dieta dos
animais. Animais com dieta rica em carne tendem a acidificar a urina como
conseqüência da grande eliminação de sais de sulfato e fosfato, já animais que se
alimentam com uma dieta rica em vegetais tendem a apresentar urina alcalina
(LANEVSCHI & KRAMER, 1994).
Dentre os fatores dietéticos que determinam o pH urinário, destaca-se a
composição mineral do alimento
(
KIENZLE & SCHUHKNECHT, 1991; ZENTEK &
SCHULZ, 2004). O efeito do alimento sobre o pH urinário é dado pela oxidação de
aminoácidos sulfurados e pelo balanço de ânions e cátions metabolizáveis
(MARKWELL et al, 1998; ALLEN & KRUGER, 2000). Desta forma, sais minerais
produzem efeito variável sobre o pH urinário, sendo fontes potenciais de ácido ou base.
Os óxidos e carbonatos são alcalinizantes enquanto cloretos, fosfatos e sulfatos
produzem efeito acidificante (ALLEN & KRUGER, 2000).
O pH urinário apresenta, ainda, variação circadiana devido à influência de fatores
como composição do alimento, horário da alimentação e quantidade ingerida
(BUFFINGTON & CHEW, 1996). Sabe-se, por exemplo, que a alimentação ad libitum
resulta em onda alcalina pós-prandial de menor magnitude quando comparada à
alimentação sob a forma de refeições diárias menos freqüentes (ALLEN & KRUGER,
2000). Alimentos para cães usados para prevenção de urólitos de estruvita devem levar
à produção de urina com pH entre 6,2 e 6,4, enquanto que para a dissolução deste
urólito a pH entre 5,9 e 6,1. Recomendações para urólitos de oxalato de cálcio são
menos precisas em relação ao pH, devendo-se evitar dietas que superacidifiquem a
urina (OSBORNE et al, 2000).
14
2.4 Volume urinário e densidade específica
A densidade específica é proporcional à concentração de solutos presentes na
urina. Quanto maior a proporção de água excretada com os solutos urinários, menor a
concentração de solutos e densidade (LANEVSCHI & KRAMER, 1994). O aumento do
volume urinário e a diminuição da concentração do soluto têm um efeito de diluição
sobre a concentração de cristalóides responsável pela formação de um urólito. Isto
também aumenta a freqüência da micção e, portanto, propicia menos tempo para a
agregação e formação de cálculos (HOPPE, 1994; STEVENSON & MARKWELL, 2001).
O ideal é manter a densidade específica menor que 1.020 para se evitar o risco de
urolitíases (ULRICH et al, 2008)
2.5 Estimativa do pH urinário a partir da composição química da dieta
Tendo em vista a importante influência do pH urinário na prevenção da formação
e eventual dissolução de urólitos, recentemente têm surgido interesse no
desenvolvimento de métodos de predição do pH da urina através da composição
química do alimento (KIENZLE et al, 1991; ZENTEK & SCHULZ, 2004; YAMKA &
MICKELSEN, 2006). Os principais contribuintes dietéticos para o pH urinário incluem
aminoácidos que contém enxofre e macroelementos (YAMKA et al, 2006).
Métodos de predição do pH da urina através da composição dos alimentos, se
confiáveis, reduzem a necessidade de estudos em animais e permitem a otimização do
pH urinário (para prevenção de cálculos de estruvita e ou oxalato de cálcio)
desencadeado por produtos comerciais. Estas estimativas podem apresentar valor
significativo para a indústria de alimentos para animais de companhia, proporcionando
diminuição dos custos com testes de alimentos, permitindo ao formulador incluir este
parâmetro no desenvolvimento da fórmula da dieta e a comercialização de produtos
mais seguros e saudáveis aos animais (CARCIOFI, 2007). A importância e relação da
composição da dieta com o metabolismo ácido-básico e pH dos fluídos orgânicos vem
sendo estudada “em humanos há mais de 30 anos”, sendo apenas mais recentemente
15
considerada para animais (GEVAERT et al, 1991). Para cães este é um aspecto pouco
estudado, apenas os trabalhos de Gevaert et al (1991), Zentek et al (1995) e Yamka &
Mickelsen (2006) puderam ser localizados.
Um método prático para se predizer o efeito de um alimento sobre o pH urinário
é pelo do cálculo do EB. Este é calculado pela soma de componentes catiônicos (cálcio,
magnésio, sódio e potássio) subtraídos da soma de componentes aniônicos (fósforo,
cloreto e enxofre ou fósforo, cloreto, metionina e cisteína) (MARKWELL, 1998), sendo
expresso em mEq/Kg de matéria seca (MS) (ALLEN & KRUGER, 2000). Seu cálculo
pode ser realizado pela fórmula:
EB (mEq/kg MS) = (49,9 x Ca*) + (82,3 x Mg) + (43,5 x Na) + (25,6 x K) – (64,6 x
P) – (62,4 x S) – (28,2 x Cl)
* concentração dos elementos em g/kg de MS
Alternativamente, pode-se empregar a concentração de aminoácidos sulfurados
do alimento, a metionina e a cistina. Desvantagem deste procedimento é que outras
fontes de enxofre em alimentos para cães e gatos, como bissulfato de sódio, sulfitos
(preservativos), sulfato ferroso, sulfato de manganês, sulfato de condroitina, biotina,
tiamina e taurina também interferem no pH urinário (YAMKA et al, 2006), reduzindo a
precisão desta estimativa. Nesta alternativa, a fórmula seria:
EB (mEq/kg MS) = (49,9 x Ca*) + (82,3 x Mg) + (43,5 x Na) + (25,6 x K) – (64,6 x
P) – (13,4 x metionina) – (16,6 x cistina) – (28,2 x Cl)
* concentração dos elementos em g/kg de MS.
Obtido o EB, pode-se correlaciona-lo com o pH urinário a partir de regressões
matemáticas. Várias equações foram descritas para felinos, mas apenas duas foram
16
localizadas para cães, que empregaram em sua construção número limitado de animais
e dietas. Estas são descrita como:
pH urinário = 6,61 + 0,002 x EB
(n= 13; ZENTEK et al., 1995)
pH urinário = 5,85 + 0,00527 x EB
(n=7; GEVAERT et al., 1991)
Uma outra equações de predição do pH urinário a partir de macroelementos foi
proposta por Yamka & Mickelsen (2006). Os autores propuseram estimativa direta do
pH da urina, sem o calculo do EB, empregando-se a equação a seguir. No entanto, esta
apresentou correlação baixa com pH urinário in vivo (r=0,28).
pH urinário = 7,30 + (0,54 x Na) + (0,63 x K) – (0,53 x Cl) – (1,67 x S)
– ( 0,61 x P) + ( 2,07 x metionina)
2.6 Medida in vivo do pH urinário
Apesar das equações anteriormente citadas servirem de estimativa inicial e
serem bastante úteis durante a formulação de um alimento, os resultados in vivo com
cães e gatos são, ainda, fundamentais no processo de desenvolvimento e avaliação
das rações. Atualmente existem poucos estudos correlacionando a composição do
alimento ao pH urinário de cães.
O Guia Nutricional Pet a Associação Nacional dos Fabricantes de Alimentos para
Animais de Estimação (2007) traz um protocolo mínimo para a determinação do pH
urinário em gatos e recomenda que este seja empregado na avaliação dos produtos.
Este mesmo protocolo pode e deve ser utilizado para cães. Além do pH urinário,
rotineiramente são mensurados o volume de urina diário produzido e a densidade
urinária. Protocolos experimentais podem incluir inúmeras outras determinações, a
depender das necessidades e objetivos propostos.
17
Não existe consenso sobre a melhor metodologia para estudo do pH urinário, o
que pode ser verificado pela variação dos protocolos experimentais de diferentes
autores. Aspectos importantes a serem considerados são um tempo suficiente de
adaptação à dieta, que tem variado de 2 (KIENZLE et al, 1991) a 14 dias (ZENTEK &
SCHULTZ, 2004). A ocorrência de vômito ou diarréia inviabiliza a avaliação da dieta no
animal, pois nestes casos a perda de eletrólitos é intensa e alterações no equilíbrio
ácido-básico e hidro-eletrolítico coincidem com alterações urinárias importantes.
O período e a forma de coleta de urina também têm variado entre os
experimentos. Períodos de coleta de 14 dias (WAGNER et al, 2006), 4 dias
(KIENZLE,et al, 1991) e mesmo 3 dias (ZENTEK et al, 1995; YAMKA & MICKELSEN,
2006) são descritos. Não se localizou estudo que abordasse a variabilidade de pH
urinário entre dias e que determinasse os melhores períodos de adaptação e coleta.
Quanto à forma de coleta, Yamka & Mickelsen (2006) realizaram duas vezes ao dia no
período de 24 horas. Variações circadianas no pH urinário são importantes,
principalmente no período pós-prandial, como demonstrado por STEVENSON et al
(2000) que encontraram que o pH urinário dos cães apresentam picos de elevação
aproximadamente entre a primeira e a quarta hora após a refeição.
Por fim, a conservação da urina tem sido feita de diferentes maneiras. Enquanto
alguns autores praticam a coleta freqüente, a intervalos de 2 horas, outros a conservam
com solução de Timol (antisséptico) e vaselina ou óleo mineral (evita evaporação),
procedimentos que se mostraram eficazes (GEVAERT et al, 1991; KIENZLE & WILMS-
EILERS, 1994). Em estudos realizados no Laboratório de Nutrição e Doenças
Nutricionais de Cães e Gatos Prof. Dr. Flávio Prada a urina é coletada diretamente em
recipientes plásticos colocados em isopor com gelo, em intervalos regulares, o que
reduz a evaporação e o crescimento bacteriano. Mais recentemente lançou-se mão da
utilização do conservante Timol e coletas em intervalos regulares, obtendo resultados
satisfatórios com menor mão-de-obra.
18
2.7 Equilíbrio ácido-básico
O equilíbrio ácido-básico pode ser influenciado pela dieta ou componentes do
alimento (REMER, 2000; RIOND, 2001), podendo a composição da dieta afetar
fortemente o equilíbrio ácido-básico (REMER, 2000).
O exame hemogasométrico é de grande importância na avaliação do equilíbrio
ácido-básico, fornecendo informações fundamentais para o diagnóstico e prognóstico
de várias enfermidades (KANEKO, 2008). O sangue é usado como parâmetro para
avaliação do estado ácido-básico dos animais. Avalia-se o pH sanguíneo e transpõem-
se estes dados para os demais tecidos (DiBARTOLA, 2006).
A coleta e manipulação apropriadas das amostras são tão importantes quanto a
mensuração no aparelho de hemogasometria (DiBARTOLA, 2006). Para a coleta das
amostras é utilizado seringa com uma pequena quantidade de heparina, que é o
anticoagulante de escolha. As amostras de sangue colhidas para avaliação
hemogasométrica não devem ser expostas ao ar ambiente, vedando-se corretamente a
seringa de modo a se evitar alteração na mensuração dos gases (DiBARTOLA, 2006;
KANEKO, 2008). A temperatura retal do animal deve ser aferida para que sejam feitas
correções adequadas de temperatura (KANEKO, 2008).
As principais determinações realizadas na hemogasometria são a do pH, de
bicarbonato e de excesso ou déficit de bases no sangue (BE), além das pressões
parciais tanto de dióxido de carbono (pCO2) quanto de oxigênio (pO2). A
hemogasometria pode ser realizada tanto em sangue venoso como em sangue arterial.
Amostras de sangue arterial são preferidas em relação às venosas por causa da maior
oxigenação do sangue e pelo fato de não serem modificadas em seus resultados
hemogasométricos. Basicamente, as maiores diferenças entre os resultados
hemogasométricos arteriais e venosos são: maiores pH e pO2 nas amostras arteriais e
maiores pCO2 e teores de bicarbonato e TCO2 nas venosas. Geralmente não se
encontram diferenças com relação ao excesso de bases. Contudo, a despeito dessas
diferenças nos resultados hemogasométricos o sangue venoso é rotineiramente
19
utilizado por ser de mais fácil colheita que o arterial, e por oferecer resultados muito
confiáveis nos casos de acidose metabólica (DiBARTOLA, 2006; KANEKO, 2008).
O pH do líquido extracelular é uma das variáveis mais rigorosamente reguladas
do organismo. Os limites vitais da variação do pH para mamíferos estão geralmente
entre 7,0 e 7,8. A faixa normal de pH varia, no sangue arterial, entre 7,35 e 7,46, com
pH médio de 7,4. Em condições normais, os ácidos ou bases são adicionados
continuamente aos líquidos corporais, seja por ingestão ou como resultado de sua
produção no metabolismo celular (GONZALEZ & SILVA, 1999; DiBARTOLA, 2006).
Uma falha nesses mecanismos pode induzir a um estado de alcalose ou acidose
(DiBARTOLA, 2006). A regulação da homeostase requer que o número de cátions seja
igual ao número de ânions. Para minimizar distúrbios neste equilíbrio, o organismo
utiliza-se de três mecanismos principais: tamponamento químico, ajuste respiratório da
concentração sangüínea de dióxido de carbono e excreção de íons hidrogênio e
bicarbonato pelos rins (GUYTON & HALL, 2002). Pequenas alterações no equilíbrio
ácido-básico e eletrolítico podem levar a um quadro de acidose ou alcalose, que podem
por si só, ou pelos seus respectivos mecanismos de compensação, afetar a saúde do
animal (SCHAFHÄUSER, 2006).
O sistema de tamponamento químico possui importante papel na manutenção do
pH sanguíneo. O sistema bicarbonato/ácido carbônico (HCO
3
-
/H
2
CO
3
) é um sistema
tampão com estrito corporal, que atua mediante alteração da pressão parcial de dióxido
de carbono (pCO
2
), por meio da respiração, e pelo controle metabólico da concentração
de HCO
3
-
no sangue. Outra forma de regulação do pH do meio interno diz respeito aos
mecanismos de reabsorção promovidos pelos rins, o equilíbrio é mantido pela maior ou
menor reabsorção renal de bicarbonato e maior ou menor eliminação renal de íons
hidrogênio, resultando em queda ou aumento do pH da urina (DiBARTOLA, 2006).
Ainda que a maior parte da secreção ácida renal (resultante da reabsorção de HCO
3
-
)
ocorra no túbulo proximal, o pH do fluido tubular quando deixa este segmento é
semelhante àquele do filtrado glomerular. O ducto coletor é o responsável pela
determinação do pH final da urina e a excreção efetiva de ácidos pelo rim. Em resposta
à alcalose o ducto coletor é capaz de secretar HCO
3
-
(CUNNINGHAM, 1999). A
20
combinação desses mecanismos pode induzir a um estado de alcalose ou acidose,
alterando o desempenho do animal e também o metabolismo de macroelementos (DEL
CLARO et al, 2006).
Os íons fortes entram na corrente sanguínea pelo trato digestório, de modo que a
dieta determina a quantidade de íons forte no sangue (RIOND, 2001). Uma vez
absorvido, a concentração destes íons fortes no sangue é regulada pelos rins. Este
ajuste renal é mais lento que o controle respiratório do pH sanguíneo, mas é capaz de
induzir maiores mudanças no pH sanguíneo (RIOND, 2001). A absorção de cátions é
acompanhada pela secreção de H
+
e a de ânions acompanhada da absorção de H
+
ou
secreção de HCO
3
-
(BLOCK, 1994). Ao se fornecer uma dieta com EB mais negativo,
as concentrações intestinais de Cl
-
e SO
4
-2
aumentam. Estes ânions estando em
excesso aos cátions, após serem absorvidos têm que ser equilibrados com os cátions
presentes no organismo do animal mais aqueles que estão sendo absorvidos. Desta
forma, para que se mantenha a neutralidade elétrica das membranas ocorre aumento
da excreção de HCO
3
-
da circulação para o lúmen intestinal, ocasionando uma leve
queda no pH sanguíneo (CAVALIERI & SANTOS, 2002). O excesso de íons H
+
provoca
a reabsorção completa de íons HCO
3
-
pelos rins, enquanto que o excesso de íons H
+
passa para a urina, tornando-a ácida (DiBARTOLA, 2006).
O EB é a quantidade de ácido necessário para retornar o pH sanguíneo ao
normal, quanto mais negativo o EB, mais severa será a acidose metabólica (MORAES,
2008). Sabe-se que se consegue provocar leve acidose metabólica ao se fornecer a um
animal dieta com alta quantidade de ânions em relação a cátions. Quando o enxofre
dietético (sulfato) e outros ânions (cloro e fósforo) são absorvidos em maior quantidade,
existe uma mudança no equilíbrio cátion-ânion para um estado mais negativo, ou de
acidose metabólica. A acidose metabólica é caracterizada pela diminuição do
bicarbonato e do EB sanguíneo, pH sanguíneo e diminuição compensatória de PCO
2
(CARCIOFI, 2007; MORAES, 2008). Este estado leva à tendência de aumento da
concentração de hidrogênio no sangue arterial (CARCIOFI, 2007). No entanto, o
mecanismo de ação destas dietas aniônicas não está ainda completamente elucidado
(CAVALIERI & SANTOS, 2002).
21
Deve-se considerar, também, que de maneira geral não ocorrem grandes
alterações no pH sanguíneo, que permanece sempre levemente alcalino nos animais
saudáveis (pH ≈ 7,4) devido ao funcionamento dos sistemas tampão orgânicos
(KANEKO et al, 2008). Adicionalmente, dietas com EB muito positivo ou muito negativo
estão fora do limite fisiológico dos animais (THRALL, 2007). A produção prolongada de
urina muito ácida pode criar perturbações no equilíbrio ácido-básico e metabolismo
mineral (CHING et al, 1989). Portanto, os valores de EB devem ser calculados e
estabelecidos para a obtenção de um balanço eletrolítico fisiológico, sem o risco de
acidemia crônica.
Desta forma, a manipulação mineral da dieta deve ser feita com cuidado,
considerando-se o EB desejado para o alimento. EB muito negativo pode resultar em
redução de pH sanguíneo (IZQUIERDO & CZARNECKI-MAULDEN, 1991), anorexia e
vômito (KIENZLE & WILMS-EILERS, 1994), alterações no balanço orgânico de cálcio e
na formação dos ossos (THRALL, 2007), hipocalemia (DOW et al, 1990) e em
perturbações no metabolismo mineral (CHING et al, 1989). Desta forma, discute-se a
importância de se reduzir a apenas o nutricionalmente necessário as concentrações de
cátions do alimento, como Ca, Mg, Na e K, de modo a se trabalhar com mínima adição
de ânions.
22
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Experimento 1
O experimento foi conduzido no Laboratório de Pesquisa em Nutrição e Doenças
Nutricionais de Cães e Gatos “Prof. Dr. Flávio Prada” do Departamento de Clínica e
Cirurgia da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – Unesp, Câmpus de
Jaboticabal.
Neste experimento foi avaliado o pH urinário dos cães e seu equilíbrio ácido-
básico por hemogasometria venosa, correlacionando-os com os teores de macro-
elementos e aminoácidos. Utilizaram-se para isto equações já existentes na literatura e
se propuseram novas equações para estes cálculos avaliando-se a influência do
enxofre e dos aminoácidos sulfurados no cálculo do EB.
Os procedimentos experimentais foram aprovados pela Comissão de Ética no
Uso de Animais (CEUA) da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias da
Universidade Estadual Paulista, Campus de Jaboticabal, estando de acordo com os
Princípios Éticos na Experimentação Animal adotados pelo Colégio Brasileiro de
Experimentação Animal (COBEA), conforme demonstrado no Anexo I
.
3.1.1 Animais
Foram utilizados nove cães adultos sendo 4 machos e 5 fêmeas, da raça beagle,
provenientes do canil do referido laboratório. Os animais tinham, em média, 5,8±1,1
anos de idade e peso médio de 10,2±1,9 Kg. O estado de saúde foi confirmado
previamente ao início do experimento por meio de exames físicos, hemograma,
bioquímicos (função renal e hepática) e urinálise.
3.1.2. Protocolo experimental
O experimento foi conduzido na forma de um quadrado latino 9 x 9, incluindo
nove tratamentos, nove períodos e nove animais, gerando nove repetições por
tratamento. Cada período do quadrado latino teve duração de oito dias, sendo cinco
23
dias de adaptação à dieta seguidos de três dias de coleta de urina total. Durante todo o
período foi mensurado o consumo de alimentos e avaliado o escore de qualidade fecal.
No oitavo dia de exposição à dieta, o alimento era fornecido às 9:00hs e às 16:00hs e
as amostras de sangue venoso eram colhidas às 8:00hs (antes do fornecimento das
dietas) e as 15:00hs (6 horas após o fornecimento das dietas oferecidas pela manhã).
Durante os ensaios os cães foram mantidos em gaiolas metabólicas de aço inox, com
aparato para a colheita separada de fezes e urina, e dimensões de 1 x 1 X 1 m. As
gaiolas metabólicas foram lavadas diariamente e enxaguadas com água destilada.
3.1.3 Dietas experimentais
Foram utilizados nove alimentos comerciais extrusados para manutenção de
cães adultos, com composição e teores nutricionais diferentes. A escolha das dietas
experimentais foi realizada mediante levantamento entre os alimentos para cães adultos
disponíveis à venda no comércio da cidade de Jaboticabal, estado de São Paulo.
Segundo classificação comercial do próprio fabricante, os produtos foram agrupados
em três categorias: econômica, premium e superpremium. De cada uma dessas
categorias foram sorteados três alimentos.
A quantidade de ração administrada foi calculada individualmente de acordo com
o valor energético da ração e a necessidade energética do animal (NRC, 2006). A
quantidade total diária foi dividida em duas refeições iguais, fornecidas às 9:00hs e às
15:00hs. As sobras dos alimentos foram recolhidas e pesadas, sendo a ingestão
mensurada diariamente. Água destilada foi oferecida à vontade.
A composição química analisada das rações empregadas encontra-se na Tabela
1. Com base no delineamento quadrado latino todos os cães receberam as nove dietas
experimentais, sendo aleatoriamente sorteados dentre as possíveis seqüências de
oferecimento dos alimentos.
24
Tabela 1. Composição química dos alimentos comerciais para cães adultos
empregadas no experimento¹.
¹ n=2; CV < 5%.
² SP1= Super Premium 1 Composição básica: Farinha de carne de frango, carne de frango, arroz integral, gordura de
frango, fosfato bicálcico, polpa de beterraba, óleo de canola, cloreto de potássio, hexametafosfato de sódio, cloreto
de sódio (sal comum), ácido cítrico, cloreto de colina, mannan-oligossacarídeos, tocoferol, essência de alecrim,
proteinato de zinco, taurina, vitamina E, sulfato de ferro, sulfato de condroitina,vitamina B12, (Cianocobalamina),
vitamina A (Retinol), Niacina, vitamina B1 (Tiamina), ácido pantotênico, sulfato de manganês, vitamina B2
(Riboflavina), iodato de potássio, vitamina B6 (Piridoxina), vitamina D3 (Colecalciferol), selenito de sódio. SP2= Super
Premium 2 Composição básica: Carne de frango, quirera de arroz, trigo integral moído, farinha de subprodutos de
frango, milho integral moído, farelo de glúten de milho, gordura animal estabilizada com tocoferóis (fonte de vitamina
E), farelo de milho, hidrolisado de frango e/ou subprodutos, ovo em pó, óleo de peixe, L-lisina, cloreto de potássio,
fosfato bicálcico, cloreto de sódio (sal comum), cloreto de colina, taurina, DL-metionina, ácido ascórbico (fonte de
vitamina C), sulfato de zinco, sulfato ferroso, premix vitamínico (A, D3, E, B12), riboflavina, niacina, pantotenato de
cálcio, sulfato de manganês, biotina, mononitrato de tiamina, ácido fólico, sulfato de cobre, cloridrato de piridoxina,
menadiona bissulfito de sódio (fonte de atividade de vitamina K), iodato de cálcio, selenito de sódio. SP3= Super
Premium 3 Composição básica: Farinha de carne de frango, arroz quebrado, milho integral moído, glúten de milho,
gordura animal estabilizada, gordura de frango, ovo desidratado, óleo de peixe refinado, polpa de beterraba, óleo
vegetal, fruto-oligossacarídeos, levedura seca de cervejaria, polifenóis de uva e chá verde, óleo de borragem, L-
carnitina, L-lisina, cloreto de potássio, fosfato bicálcico, cloreto de sódio (sal comum), colina,, DL-metionina, extrato
de rosa da índia, hidrolisado de frango, tripolifosfato de sódio, premix vitamínico-mineral, premix micromineral
transquelatado. P1= Premium1 Composição básica: Quirera de arroz, milho integral moído, farinha de subprodutos
de frango, farinha de carne e ossos, farelo de glúten de milho, gordura animal estabilizada, farelo de soja, trigo
Item Alimentos
2
SP1 SP2 SP3 P1 P2 P3 EC1 EC2 EC3
Matéria seca (%) 93,88
92,32
92,31
92,77
92,89
91,38
91,58
91,56
93,66
Valores sobre a materia seca
Proteína bruta (%) 30,43
26,89
28,73
24,70
22,86
26,06
14,57
19,89
18,09
Extrato etéreo ácido (%) 14,30
12,39
14,90
13,25
14,09
10,40
10,19
7,99 11,19
Fibra bruta (%) 1,62 3,41 2,88 1,99 1,88 2,45 5,06 4,28 6,43
ENN
3
(%) 40,9 42,94
39,02
45,29
45,87
44,92
55,84
51,73
47,93
Matéria mineral (%) 6,68 6,69 6,78 7,54 8,19 7,55 6,14 7,67 10,02
Na (g/Kg) 6,04 4,20 5,04 4,02 3,31 3,20 4,91 6,39 3,04
K (g/Kg) 8,31 6,34 6,84 5,98 6,49 6,40 8,27 7,34 8,59
Ca (g/Kg) 14,06
13,32
12,51
19,46
19,67
17,02
8,19 15,67
19,54
Mg (g/Kg) 0,99 1,03 1,26 1,02 2,56 1,48 3,33 1,83 2,56
Cl (g/Kg) 2,88 4,81 4,84 5,33 2,17 3,33 0,32 6,02 4,49
P (g/Kg) 12,78
10,02
9,84 9,86 14,69
12,58
12,94
12,29
8,46
S (g/Kg) 4,42 3,63 2,95 3,07 2,64 3,23 1,69 1,86 1,60
Metionina (g/Kg) 6,20 5,70 7,30 4,20 4,00 5,00 2,40 2,90 2,60
Cistina (g/Kg) 3,70 3,70 2,70 2,90 3,10 3,20 2,50 2,90 2,40
25
integral moído, hidrolisado de frango e/ou subprodutos, raiz de chicória, L-lisina, fosfato bicálcico, cloreto de sódio
(sal comum), cloreto de colina, taurina, premix vitamínico, premix mineral quelatado, cloreto de potássio, corantes
(dióxido titânio, vermelho de ponceau, amarelo 5, amarelo 6, azul 2), cenoura desidratada, ervilha desidratada. P2=
Premium2 Farinha de vísceras de frango, farinha de carne bovina, farinha de arroz, protenose, milho integral moído,
espinafre desidratado, cenoura desidratada, levedura seca de cervejaria, farelo de trigo, farelo de soja, gordura de
frango, farelo de arroz, cloreto de sódio (sal comum), propionato de cálcio, fosfato bicalcico, premix vitamínico
mineral, óleo de peixe. Enriquecimento por Kg do produto: Vitamina A 10.000 UI, vitamina D3 1.500 UI, vitamina E
40 UI, vitamina K3 0,55 mg, vitamina B12 0,15 mg, vitamina B1 4,0 mg, vitamina B6 5,5 mg, Niacina 50 mg, Biotina
0,12 mg, pantotenato de cálcio 12 mg, ácido fólico 0,8 mg, colina 900 mg, cobalto 0,2 mg, manganês 40 mg, zinco
100 mg, cobre 12 mg, iodo 1,2 mg, ferro 80 mg, sódio 4,5 mg, selênio 0,12 mg, antioxidante 150 mg. P3= Premium3
Composição básica: farinha de vísceras de frango, milho integral moído, quirera de arroz, gordura de frango, polpa
de beterraba, hidrolisado de frango, levedura seca de cervejaria, linhaça, antioxidantes (BHA e BHT), lisina, premix
vitamínico mineral, cloreto de potássio e cloreto de sódio. Enriquecimento por Kg de produto: vit A 17019 UI, vit D3
1134 UI, vit E 99,84 mg, vit C 19,29 mg, vit K3 1,42 mg, vit B1 (tiamina) 11,77 mg, vit B2 (riboflavina) 19,86 mg, vit B6
(piridoxina) 7,06 mg, vit B12 160,0 mcg, acido pantotênico 11,30 mg, niacina 37,44 mg, biotina 0,31 mg, acido fólico
1,50 mg, colina 103,30 mg, ferro 71,15 mg, cobre 16,17 mg, manganês 28,46 mg, zinco 116,68 mg, selênio 0,06 mg,
iodo 1,14 mg. EC1= Econômica 1 - Composição básica: Carbonato de cálcio, farelo de arroz, farelo de soja, farelo de
trigo, farinha de carne e ossos, farinha de vísceras, óleo vegetal, cloreto de sódio (sal comum), hidrolisado de carne,
gordura animal estabilizada, milho integral moído, premix vitamínico e mineral, arroz quebrado, aditivo-corante.
Enriquecimento por Kg de produto: vit A 10000 UI, vit D 1500 UI, vit E 15 mg, vit K 2 mg, vit B1 (tiamina) 2 mg, vit B2
(riboflavina) 4 mg, vit B6 (piridoxina) 3 mg, vit B12 15,0 mcg, acido pantotênico 10 mg, niacina 30 mg, biotina 0,17
mg, acido fólico 1,0 mg, colina 500 mg, ferro 80 mg, cobre 15 mg, manganês 60 mg, zinco 50 mg, iodo 2,0 mg
selênio 0,15 mg. EC2= Econômica 2 Composição básica: Milho integral moído, farelo de trigo, farinha de carne e
ossos, quirera de arroz, farinha de vísceras, farelo de soja, milho floculado, farelo de glúten de milho-60, gordura
animal estabilizada, carne de ovelha em pó, hidrolisado de frango e/ou subprodutos, fosfato bicálcico, semente de
linhaça, cloreto de sódio (sal comum), premix vitamínico mineral. EC3= Econômica 3 Composição básica: Farinha de
carne e ossos, farinha de subprodutos de frango, farinha de peixe, quirera de arroz, farelo de glúten de milho 60,
gérmen de milho, fubá de milho, gordura animal estabilizada, levedura inativa, linhaça integral moída, proteína
texturizada de soja, farelo de bolacha, farelo de arroz, farinha de mandioca, farinha de rosca, ovo desidratado,
calcário calcitico, cloreto de sódio (sal comum), premix vitamínico mineral aminoácido. Eventuais substitutivos: milho
moído, grão de sorgo, levedura seca de cana de açúcar, óleo vegetal, fosfato bicalcico, farelo de soja, farelo de trigo,
farelo de glúten de milho 21. Enriquecimento por Kg de produto: vit A 12000 UI, vit D3 1500 UI, vit E 25 mg, vit K3 2
mg, vit B1 (tiamina) 2 mg, vit B2 (riboflavina) 6 mg, vit B6 (piridoxina) 3 mg, vit B12 0,02 mcg, acido pantotênico 10
mg, niacina 20 mg, biotina 0,20 mg, acido fólico 1,0 mg, colina 500 mg, ferro 60 mg, cobre 10 mg, manganês 40 mg,
zinco 50 mg, iodo 1,0 mg selênio 0,20 mg, antioxidante 150 mg.
3
ENN = extrativos não nitrogenados
3.1.4 Parâmetros avaliados
3.1.4.1 Variáveis urinárias
Durante os três dias de coleta (dias 6 a 8 de cada período), a urina foi recolhida
em recipientes plásticos com 0,3g do conservante timol. Esta era recolhida pelo menos
2 vezes por dia e mantida refrigerada (4
o
C) compondo uma amostra única por animal. A
urina produzida no período de 24 horas teve, então, aferidos seu volume, densidade em
refratômetro (marca ATAGO; modelo T2-N3) e pH em pHmetro digital (Digimed modelo
DM20 produzido pela Digicrom Analítica Limitada).
26
3.1.4.2 Qualidade fecal
A análise qualitativa das fezes foi determinada por meio do escore fecal,
atribuindo-se notas de 0 a 5, sendo: 0 = fezes líquidas; 1 = fezes pastosas e sem forma;
2 = fezes macias, mal formadas e que assumem o formato do recipiente de colheita; 3=
fezes macias, formadas e úmidas, que marcam o piso; 4 = fezes bem formadas e
consistentes que não marcam o piso; 5 = fezes bem formadas, duras e secas. Valores
entre 3 e 4 são considerados normais.
3.1.4.3 Estudo do equilíbrio ácido-básico dos animais
Para avaliação dos efeitos sistêmicos da composição mineral da dieta, o
equilíbrio ácido-básico orgânico foi mensurado por hemogasometria de sangue venoso.
A coleta de sangue para análise hemogasométrica era realizada no 8º dia de exposição
a dieta e o alimento era fornecido às 9:00hs e às 16:00hs. Alíquotas de 0,5mL de
sangue foram colhidas dos animais às 8:00hs (antes do fornecimento das dietas) e às
15:00hs (6 horas após o fornecimento das dietas oferecidas pela manhã),
As amostras de sangue foram obtidas por venopunção cefálica, utilizando-se
seringa plástica de 1 mL previamente heparinizada e agulha de calibre 25x8mm,
tomando-se os devidos cuidados a fim de eliminar todo o ar contido dentro da seringa.
Imediatamente após a coleta, o sangue foi armazenado em isopor contendo bolsas de
gelo e no máximo 30 minutos após a coleta foram determinados o pH sanguíneo, as
concentrações de sódio (Na), potássio (K), cloro (Cl), pressão parcial de dióxido de
carbono (pCO
2
), bicarbonato (HCO
3
-
), excesso de base (EB) e osmolalidade (Osm),
sendo estes calculados automaticamente e corrigidos pela temperatura retal do animal,
com o auxílio do equipamento Omini C Blood Gas Analyzer (Roche Diagnostics,
Indianápolis, USA).
3.1.4.4 Análises dos alimentos
Amostra das dietas foram moídas em micromoinho de facas (MOD 340, ART
LAB, São Paulo) com peneira contendo furos de 1mm, antes de proceder-se às
análises laboratoriais. Cada amostra foi analisada no Laboratório de Nutrição Animal
27
(LANA) do Departamento de Zootecnia em duplicata quanto aos teores de proteína
bruta (PB), fibra bruta (FB), matéria mineral (MM), extrato etéreo em hidrólise ácida
(EEHA) e matéria seca (MS), segundo a metodologia descrita pela AOAC (1996). Os
extrativos não nitrogenados (ENN) foram calculados pela seguinte fórmula:
ENN (%) = 100 – (PB + FB + MM + EEHA + Umidade)
Os teores dos macroelementos Na, K, Ca, Mg, P e S da dieta foram mensurados
após preparação dos extratos por digestão úmida das amostras em solução
nitroperclórica. O extrato para análise de Cl foi obtido pela digestão das amostras por
via seca (AOAC, 1996). O Ca, Mg, Cl, Na e K foram analisados em espectrofotômetro
de absorção atômica (modelo GBC-932 AA, Scientific Equipment PTY LTD, Melbourne-
Austrália) segundo metodologia da AOAC (1996). A leitura do fósforo foi realizada pelo
método vanadato-molibdato (colorimetria), segundo metodologia da AOAC (1996). O
enxofre foi obtido pelo método turbidimétrico (AOAC, 1996) seguido de leitura em
espectrofotômetro (modelo B442, Micronal, São Paulo, Brasil). Estas análises foram
realizadas no Laboratório de Química Analítica, do departamento de Tecnologia da
Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – Unesp, campus de Jaboticabal. A
análise de aminoácidos foi realizada por cromatografia por troca iônica com derivação
pós-coluna de ninidrina, no aparelho HITACH L8500 A, com metodologia recomendada
pela Commission Directive 98/64/EC, na Degussa Alemanha.
3.1.4.5 Estimativa do excesso de base dos alimentos
De posse dos resultados de macroelementos e aminoácidos sulfurados das
dietas (g/kg de MS) o excesso de base (mEq/Kg de MS) foi, então, calculado pelas
seguintes fórmulas:
EB
s
(excesso de base com enxofre)= (49,9 x Ca) + (82,3 x Mg) + (43,5 x Na) +
(25,6 x K) – (64,6 x P) – (62,4 x S) – (28,2 x Cl)
28
EB
aa
(excesso de base com aminoácidos sulfurados)= (49,9 x Ca) + (82,3 x Mg)
+ (43,5 x Na) + (25,6 x K) – (64,6 x P) – (13,4 x metionina) – (16,6 x cistina) – (28,2 x Cl)
3.1.5 Análise Estatística
Os dados foram submetidos ao teste de normalidade e posteriormente à análise
de variância. Quando diferenças significativas foram verificadas na ANOVA (p<0,05),
comparações múltiplas das médias foram realizadas pelo teste de Tukey (p<0,05).
Foram efetuadas, também, análises de regressão polinomial para descrever a relação
entre a composição de macroelementos e aminoácidos das dietas e o pH urinário e
parâmetros hemogasométricos (p<0,05). Contrastes ortogonais foram empregados para
comparações pré-estabelecidas: superpremium x premium, superpremium x
econômicas, premium x econômicas (p<0,05). Todas as análises foram feitas utilizando-
se o procedimento GLM do software SAS (SAS versão 8.2, 2001).
3.2 Experimento 2
Este experimento avaliou os efeitos da adição de duas dosagens de um sal
catiônico alcalinizante, o citrato de potássio, em dietas para cães. Foram estudados os
efeitos da modificação do EB do alimento, as equações desenvolvidas no primeiro
experimento e a eficácia deste sal.
3.2.1 Animais
Foram utilizados 18 cães adultos (machos e fêmeas), da raça beagle,
provenientes do canil do Laboratório de Pesquisa em Nutrição e Doenças Nutricionais
de Cães e Gatos do Departamento de Clínica e Cirurgia Veterinária desta instituição.
Os animais tinham idade média de 6,4±1,9 anos e peso médio de 10,44±2,58 Kg. O
estado de saúde dos animais foi confirmado previamente ao início do experimento por
meio de exames físico, hemograma, bioquímicos (função renal e hepática) e urinálise.
29
3.2.2 Protocolo experimental
O experimento seguiu um delineamento em blocos casualizados no tempo, com
dois blocos de nove animais, três tratamentos (rações) e seis repetições por tratamento.
O período e protocolo de alimentação e coleta foram os mesmos do experimento 1.
3.2.3 Dietas experimentais
Um alimento extrusado comercial, com EB próximo ao neutro foi selecionado e
empregado como dieta controle. Para isto vários alimentos foram amostrados e tiveram
sua composição de macroelementos analisada e interpretada pela fórmula de EB
s
anteriormente descrita. Sua composição química analisada encontra-se na Tabela 2.
30
Tabela 2. Composição química do alimento comercial para cães adultos empregado no
experimento 2 como dieta controle¹ (valores na MS).
1
n=2; CV < 5%.
2
farinha de carne de frango, arroz quebrado, proteína isolada de suíno, farelo de ervilha, gordura animal estabilizada,
gordura de frango, óleo de peixe refinado, extrato de rosa da Índia, óleo vegetal, ovo desidratado, polpa de beterraba,
glúten de trigo, DL-metionina, fruto-oligossacarídeos, colina, psyllium, parede celular de levedura, sulfato de
condroitina, hidrocloreto de glicosamina, zeolita, hidrolisado de fígado de frango, premix vitamínico mineral, premix
micromineral transquelatado
3
ENN = extrativos não-nitrogenados
Para a obtenção das rações teste, a ração controle foi moída em moinho com
peneira de 2,5mm, sendo então adicionado citrato de potássio em quantidade suficiente
para elevar o EB do alimento em 150mEq/kg e 300mEq/kg. O citrato de potássio foi
adicionado à ração e homogeneizado em misturador em Y, na Fábrica de Ração do
Departamento de Zootecnia, durante 10 minutos. Para a definição da quantidade de
citrato de potássio a ser adicionada, calculou-se os mEq/kg do sal e empregou-se a
seguinte fórmula:
Dieta Controle
2
Matéria seca (%)
92,37
Proteína bruta (%) 32,65
Extrato etéreo ácido (%)
16,52
Fibra bruta (%) 3,40
ENN
3
(%) 41,23
Matéria mineral (%)
6,20
Ca (g/kg)
10,07
P (g/kg)
7,62
K (g/kg)
5,11
Mg (g/kg)
0,75
Na (g/kg)
5,30
Cl (g/kg)
5,81
S (g/kg)
3,96
Excesso de Bases (mEq/kg)
23
31
Adição do sal (g/Kg) =
1000 x os mEq/Kg que se deseja adicionar
EB do sal (mEq/Kg)
A composição química e o EB do citrato de potássio encontram-se na Tabela 3.
Tabela 3. Composição química e excesso de bases (EB) do sal empregado no experimento 2.
Sais
Fórmula EB N Ca Na S P K
Química
(mEq/Kg) (g/Kg)
Citrato de Potássio C
6
H
5
K
3
O
7
9805 - - - - - 380
A quantidade de ração administrada foi calculada de acordo com o valor
energético da ração e a necessidade energética do animal (NRC, 2006). O manejo
alimentar foi realizado conforme o experimento 1, diferenciando-se pelo fornecimento
de dietas previamente umedecidas em água destilada, para facilitar a apreensão e
consumo pelos cães. Água destilada foi oferecida à vontade.
3.2.4 Parâmetros avaliados
Os parâmetros avaliados, incluindo variáveis urinárias, qualidade fecal,
hemogasometria, análise química dos alimentos e estimativas do EB foram realizados
da mesma forma que no experimento 1.
3.2.5 Análise Estatística
Este experimento seguiu um delineamento em blocos casualizado no tempo,
com dois blocos de nove animais, três tratamentos e três repetições por tratamento em
cada bloco, totalizando seis cães por dieta experimental. Quando diferenças estatísticas
foram obtidas na análise de variância (p<0,05), as médias dos tratamentos foram
32
comparadas pelo teste de Tukey (p<0,05). Os resultados de pH de urina determinados
”in vivo” e estimados pelas equações desenvolvidas no experimento 1 foram avaliados
por meio de análise de regressão polinomial (p<0,05). Todas as análises foram
realizadas com auxílio do software estatístico SAS (versão 8.2, 2001).
3.3 Experimento 3
Este experimento avaliou a adição de duas dosagens de metionina, sulfato de
amônio e hexametafosfato de sódio em dietas para cães. Foram estudados os efeitos
da modificação do EB do alimento, as equações desenvolvidas no primeiro experimento
e a eficácia destes compostos.
3.3.1 Animais
Foram utilizados 42 cães adultos (machos e fêmeas), da raça beagle,
provenientes do canil do Laboratório de Pesquisa em Nutrição e Doenças Nutricionais
de Cães e Gatos do Departamento de Clínica e Cirurgia Veterinária desta instituição.
Os animais tinham idade média de 6,7±2,1 anos e peso médio de 10,92±2,88 Kg. O
estado de saúde dos animais foi confirmado previamente ao início do experimento por
meio de exames físico, hemograma, bioquímicos (função renal e hepática) e urinálise.
3.3.2 Protocolo experimental
O experimento seguiu um delineamento em blocos casualizados no tempo, com
três blocos de 14 animais, sete tratamentos (rações) e seis repetições por tratamento. O
período e protocolo de alimentação e coleta foram os mesmos do experimento 1.
3.3.3 Dietas experimentais
Um alimento extrusado comercial, com EB próxima a 300mEq/kg foi selecionado
e empregado como dieta controle. Para isto vários alimentos foram amostrados e
tiveram sua composição de macroelementos analisada e interpretada pela fórmula de
33
EB
s
anteriormente descrita. Sua composição química analisada encontra-se na Tabela
4.
Tabela 4. Composição química do alimento comercial para cães adultos empregado no
experimento 3 como dieta controle¹ (valores na MS).
1
n=2; CV < 5%.
2
Milho Integral Moído, Quirera de Arroz, Farinha de Carne e Ossos, Farinha de Vísceras, Gordura de frango, Gluten
de Milho, Farelo de Soja, Óleo de Canola, Cloreto de Sódio (Sal comum), Cloreto de Potássio, Palatabilizante,
Prebiótico (MOS), Extrato de Yuca, Premix Vitamínico e Mineral, Minerais Quelatados.
3
ENN = extrativos não-nitrogenados
Para a obtenção das rações teste, a ração controle foi moída em moinho com
peneira de 2,5mm, sendo então adicionados os compostos em estudo em quantidade
suficiente para reduzir o EB do alimento em -150mEq/kg e -300mEq/kg. Cada composto
foi adicionado à ração e homogeneizado em misturador em Y, na Fábrica de Ração do
Departamento de Zootecnia, durante 10 minutos. Para a definição da quantidade a ser
adicionada, calculou-se os mEq/kg do composto e empregou-se a seguinte fórmula:
Item
Dieta c
ontr
ole
Matéria seca (%)
92,13
Proteína bruta (%) 22,65
Extrato etéreo ácido (%)
10,08
Fibra bruta (%) 4,00
ENN
3
(%) 54,83
Matéria mineral (%)
8,44
Ca (g/kg)
14,48
P (g/kg)
11,94
K (g/kg)
6,08
Mg (g/kg)
1,67
Na (g/kg)
5,97
Cl (g/kg)
2,71
S (g/kg)
1,98
Excesso de Bases (mEq/kg)
305
34
Adição do composto (g/Kg) =
1000 x os mEq/Kg que se deseja adicionar
EB do composto (mEq/Kg)
Por este procedimento seis alimentos teste foram gerados, representados pelas
adições de -150mEq/kg e -300mEq/kg de Hexametafosfato de Sódio ((NaPO
3
)
6
), DL-
Metionina (C
5
H
11
NO
2
S) e Sulfato de Amônio ((NH
4
)
2
SO
4
). A composição química e o EB
destes compostos encontram-se na Tabela 5.
Tabela 5. Composição química e excesso de bases (EB) dos compostos empregados no
experimento 3.
Sais
Fórmula EB N Ca Na S P K
química
(mEq/Kg) (g/Kg)
Sulfato de Amônio (NH
4
)
2
SO
4
-15125 210 - - 240 - -
Hexametafosfato de sódio (NaPO
3
)
6
-9592 - - 230 - 300 -
Metionina C
5
H
11
NO
2
S -12445 - - - 190 - -
A quantidade de ração administrada foi calculada de acordo com o valor
energético da ração e a necessidade energética do animal (NRC, 2006). O manejo
alimentar foi realizado conforme experimento 2.
3.3.4 Parâmetros avaliados
Os parâmetros avaliados, incluindo variáveis urinárias, qualidade fecal,
hemogasometria, análise química dos alimentos e estimativas do EB foram realizados
da mesma forma que no experimento 1.
3.3.5 Análise Estatística
Este experimento seguiu um delineamento em blocos casualizado, com os
tratamentos num esquema fatorial 3 x 2 (três compostos em duas doses) mais um
tratamento testemunha, com 6 repetições para cada tratamento. Quando diferenças
estatísticas foram obtidas na análise de variância (p<0,05), as médias foram
35
comparadas pelo teste de Tukey (p<0,05). Foram efetuadas, também, análises de
regressão polinomial para descrever a relação entre a composição de macroelementos
das dietas e o pH urinário e parâmetros hemogasométricos (p<0,05). Os resultados de
pH de urina determinados ”in vivo” e estimados pelas equações desenvolvidas no
experimento 1 foram avaliados por meio de análise de regressão polinomial (p<0,05).
Todas as análises foram realizadas com auxílio do software estatístico SAS (versão 8.2,
2001).
36
4. RESULTADOS
4.1 Experimento 1
As rações do grupo superpremium apresentaram quantidades de proteína e
gordura mais elevadas, as premium teores intermediários e as econômicas quantidades
inferiores desses nutrientes, resultado esperado em função da classificação comercial
dos produtos (Carciofi, et al., 2006). Os produtos variaram, também, em relação aos
teores de minerais e aminoácidos sulfurados, refletindo diferenças importantes na
formulação e equilíbrio mineral dos mesmos. Os três produtos econômicos
apresentaram teores de metionina e de metionina mais cistina inferiores aos
recomendados para cães adultos pelo NRC (2006). O produto EC1 apresentou, ainda,
quantidade insuficiente de proteína e cloro.
Todos os cães a ingeriram todo o alimento oferecido em todos os tratamentos,
sem episódios de vômito ou recusa. O escore fecal dos animais variou (p<0,05),
tendendo os produtos economicos e premium a induzirem formação de fezes mais
ressecadas (p<0,05). Na Tabela 6 estão apresentados os resultados de consumo de
alimentos, escore de fezes, pH, densidade e volume urinário gerado pelas dietas,
excessos de base calculados para os alimentos e os dados de hemogasometria dos
animais.
37
Tabela 6: Ingestão de alimentos, escore fecal, excesso de bases das dietas, pH, densidade e volume urinário e resultados de
hemogasometria dos cães mediante o consumo das dietas experimentais do experimento 1.
Item Dietas¹
Contrastes
SP1 SP2 SP3 P1 P2 P3 EC1 EC2 EC3 CV (%) EPM ² P SP x P SP x EC P x EC
Ingestão alimento
(gMS/KgPM/dia) ³ 28,25
d
28,26
d
28,12
d
29,53
c,d
33,36
b
30,57
c
35,93
a
33,83
b
36,88
a
4,33 0,152 <0,0001 0,1574 <0,0001 <0,0001
Escore fecal 3,89
b,c
3,83
c
3,89
b.c
4,22
a,b,c
4,28
a,b
4,00
a,b,c
4,33
a
3,89
b,c
4,17
a,b,c
6,99 0,031 0,0009 0,0105 0,0031 0,7022
EBs
4
(mEq/kg MS)
75 85
166
404
327
166
158
319
765
75,95 181,55 - - - -
EBaa
5
(mEq/kg MS)
207
174
207
491
387
247
190
348
790
70,26 179,56 - - - -
pH urina (unidades) 6,58
cd
6,47
d
6,82
cbd
7,18
b
7,10
b
6,72
cd
6,68
cd
6,92
bc
7,71
a
3,48 0,24 <0,0001 <0,0001 <0,0001 0,0660
densidade 1,034
1,032
1,032
1,033
1,032
1,032
1,023
1,024
1,036
1,08 0,011 0,186 0,9514 0,1061 0,1195
volume (mL/cão/dia) 283,5
ab
271,5
ab
278,5
ab
237,3
b
232,2
b
241,8
b
269,9
ab
329,9
a
264,4
ab
20,35 54,48 0,0138 0,0081 0,4905 0,0011
Hemogasometria
pH venoso (unidades)
8h
6
7,42
ab
7,39
b
7,41
ab
7,40
ab
7,41
ab
7,40
b
7,43
a
7,42
ab
7,41
ab
2,826 0,020 0,023 0,6792 0,0169 0,0057
15h
7
7,36 7,36 7,36 7,37 7,38 7,36 7,36 7,36 7,38 0,308 0,022 0,079 0,1096 0,2642 0,6205
PCO2 (mmHg) 8h
35,6
37,68
35,51
37,83
37,89
36,66
36,2
36,18
38,02
8,099 2,98 0,4054 0,1463 0,5111 0,4204
15h
37,7
36,00
37,5
38,1
35,3
35,1
37,8
38,6
38,2
11,564 4,296 0,5736 0,4466 0,2642 0,0927
Na (mmol/L) 8h
151,8
153,4
152,8
152,0
150,5
153,5
151,4
153,7
151,6 1,40 2,1325 0,0803 0,3288 0,5791 0,6705
15h
154
150,6
151,0
150,8
150,5
150,3
151,4
152,4
150,5
2,79 4,229 0,7214 0,2796 0,7775 0,4224
K (mmol/L) 8h
3,79
3,79
3,77
3,86
3,94
3,8
3,86
3,9
3,92
4,03 0,155 0,3297 0,6517 0,2987 0,5488
15h
4,11
4,05
3,69
4,00
4,07
3,82
4,09 4,17
4,23
4,77 39,263 0,468 0,2476 0,9763 0,2618
Cl (mmol/L) 8h
112,9
111,8
122,9
110,5
114,5
112,8
110,7
112,6
110,7
5,82 6,598 0,5713 0,0946 0,2954 0,4722
15h
119,5
113,2
116,7
113,9
126,3
117,1
98,22
114,6
113,8
12,95 14,893 0,4701 0,9000 0,2058 0,1639
EB (mmol/L) 8h
-1,56
ab
-2,03
b
-1,96
b
-1,31
ab
-0,86
ab
-2,16
b
-0,16
a
-1,03
ab
-0,4
ab
-92,383 1,175 0,0032 0,2083 0,0001 0,0062
15h
-4,09
ab
-4,67
ab
-4,29
ab
-3,64
ab
-3,73
ab
-5,21
b
-3,91
ab
-3,89
ab
-2,47
a
-37,216 1,484 0,0308 0,7085 0,0257 0,0605
HCO3
-
(mmol/L) 8h
22,32
22,39
21,89
22,98
23,43
21,99
23,59
22,77
23,70
6,16 1,402 0,046 0,1217 0,0038 0,1539
15h
20,76
19,89
20,58
20,0
20,51
19,23
20,87
21,00
22,18
11,449 2,353 0,3702 0,4451 0,1476 0,0293
Osmolalidade
(mOsm/L)8h
300,8
303,8
302,8
301,3
298,4
304,0
300,2
304,3
300,4
1,3110 3,9563 0,0809 0,3343 0,5729 0,6853
15h
304,9
298,7
298,7
298,9
298,3
297,9
300,0
302,0
298,4
2,6168 7,8444 0,6963 0,3115 0,8603 0,4018
¹ SP= superpremium; P = premium; EC = econômica.
² EPM = erro padrão da média; n= 9 por tratamento.
³ gramas de matéria seca por quilograma de peso corporal por dia.
4
EBs = excesso de bases calculado com enxofre.
5
EBaa= excesso de bases calculado com aminoácidos sulfurados.
6
8h = colheita as 8h, antes do oferecimento do alimento.
7
15h= colheita as 15h, seis horas após o fornecimento do alimento.
a,b,c,d,e,f,g,h,i
médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem entre si pelo teste de Tukey (p<0,05).
38
O EB
S
variou entre 75 e 765 mEq/kg MS, enquanto o EB
aa
variou entre 174 e
790 mEq/kg MS. Foi observada diferença média de -57 mEq/kg entre os resultados de
EB calculados pelos diferentes métodos, com menores valores para EB
s
. As rações
experimentais apresentaram em média 2,68g de enxofre, a soma de metionina mais
cistina contribuiu, em média com 1,76g de enxofre de modo que outros compostos dos
alimentos apresentaram em média 0,91g de enxofre, explicando a diferença de mEq/kg
verificada entre o EB
s
e o EB
aa
. Somando a contribuição em enxofre presente nos
aminoácidos metionina e cistina, verificou-se que outras fontes do elemento Os EB
variaram entre as rações (p<0,0001), diferindo entre si neste quesito os produtos super
premium, premium e econômicos (p<0,001).
O pH urinário dos cães variou entre 6,47±0,23 a 7,77±0,16, diferindo entre
produtos (p<0,0001). Na ração EC3 o pH urinário foi excessivamente alcalino, mais
elevado que o dos demais produtos (p<0,0001). Dentre os segmentos comerciais, o SP
apresentou os menores valores de pH urinário em relação aos segmentos P e EC
(p<0,0001). Nas figuras 2 e 3 estão apresentadas as correlações entre o pH urinário
medido e o EB
s
e EB
aa
. As duas equações resultaram em elevadas constantes de
associação.
39
0 200 400 600 800 1000
0
5
6.0
6.5
7.0
7.5
8.0
8.5
EBs
pH urinário in vivo
Figura 2. Correlação entre o pH urinário de cães mensurado (n=9) e o EB
calculado com enxofre.
pH urinário = 6,4018 + 0,0018*EB
r=0,98 p<0,0001
40
0 200 400 600 800 1000
0
5
6.0
6.5
7.0
7.5
8.0
EBaa
pH urinário in vivo
Figura 3. Correlação entre o pH urinário de cães mensurado (n=9) e o EB calculado
com os aminoácidos sulfurados.
pH urinário = 6,267 + 0,0019*EB
r=0,95 p<0,0001
41
Na figura 4 esta apresentada a correlação entre o pH urinário mensurado e o
estimado pelas fórmulas de Zentek et al (1995) e Gevaert et al (1991), que também
resultaram e elevada correlação (r=0,98; p<0,001). O pH urinário estimado pela fórmula
proposta por Yamka & Mickelsen (2006), por outro lado, não se correlacionou
adequadamente com o pH urinário medido nos cães (r=0,54; p=0,002), gerando valores
irreais como pH de 13 ou 16.
0 5
0
5
6.0
6.5
7.0
7.5
8.0
6.0 6.5 7.0 7.5 8.0 8.5 9.0
pH estimado (Zentek et al 1995)
pH urinário in vivo
0 5
0
5
6.0
6.5
7.0
7.5
8.0
8.5
9.0
9.5
10.0
6.0 6.5 7.0 7.5 8.0
pH estimado (Gevaert et al 1991)
pH urinário in vivo
Figura 4: Correlação entre o pH urinário de cães mensurado (n=9) com o estimado
pelas equações propostas por ZENTEK et al (1995) e GEVAERT et al
(1991).
r=0,98 p<0,0001
r=0,98 p<0,0001
42
O volume urinário produzido variou (p<0,01). O alimento EC2 apresentou mais
sódio e induziu maior produção de urina (p<0,05). A relação entre ingestão de sódio
(gramas/KgPM/dia) e produção de urina (mL/KgPM/dia) pôde ser descrita pela equação
(Figura 5):
Volume urina (mL/KgPM/dia) = 0,136 - 0,3104*Na + 0,7557*Na
2
0.0 0.2
0.00
0.07
0.3 0.4 0.5 0.6
0.10
0.15
0.20
0.25
Volume urina (ml/KgPM/dia)
Ingestão de Na (g/KgPM/dia)
Figura 5: Correlação entre o volume urinário (ml/KgPM/dia) e a ingestão de sódio
dos cães (g/KgPM/dia)
Volume urinário = 0,136 - 0,3104*Na + 0,7557*Na
2
r=0,84 p<0,0001
43
Com relação à hemogasometria, os resultados de pH sanguíneo se
apresentaram dentro do intervalo de normalidade para a espécie (7,35 a 7,46), segundo
DiBARTOLA (2006). No período da manhã, verificou-se diferença entre rações quanto
ao pH venoso dos cães (p=0,023). O alimento EC1 proporcionou pH venoso da manhã
mais elevado e os alimentos P1 e SP2 os menos elevados dentre os nove alimentos
(p<0,05). Na comparação entre os segmentos comerciais foi verificado que o segmento
EC apresentou maiores valores de pH venoso com relação aos segmentos P e SP
(p<0,05). Diferenças entre dietas quanto ao EB sanguíneo dos cães foram verificadas
nos dois momentos de coleta (p<0.01). Para o EB da manhã, o segmento EC
proporcionou os maiores valores (p<0,001). Nenhuma correlação foi observada entre o
EB do alimento e os resultados de hemogasometria (p>0,05).
44
4.2. Experimento 2
A composição analisada de macroelementos das dietas experimentais incluídas
no teste do citrato de potássio está apresentada na Tabela 7. As diferenças na
composição de macroelementos dos alimentos se apresentam de acordo com a
suplementação com citrato de potássio, com elevação da concentração de potássio das
dietas teste.
Tabela 7. Composição analisada de macroelementos das dietas empregadas na avaliação do
citrato de potássio (experimento 2)¹.
Tratamentos experimentais, citrato de potássio
Controle
C
6
H
5
K
3
O
7
+150mEq/kgMS
C
6
H
5
K
3
O
7
+300mEq/kgMS
g/Kg de matéria seca
Cálcio 10,07 10,07 10,01
Magnésio 0,75 0,75 0,75
Sódio 5,30 5,41 5,35
Potássio 5,11 11,34 15,63
Fósforo 7,62 7,54 7,54
Enxofre 3,96 3,94 3,99
Cloro 5,81 5,81 5,75
¹ n=2; CV < 5%.
Na tabela 8 estão apresentados os resultados de ingestão de alimentos, escore
fecal, densidade, volume e pH urinários, excesso de base dos tratamentos, pH
estimado pela fórmula gerada no experimento 1 (pH urinário = 6,4018 + 0,0018*EB) e
de hemogasometria dos cães. Os cães apresentaram consumo satisfatório das dietas
experimentais, não havendo casos de relutância em ingerir a quantidade suficiente
para a avaliação das mesmas. As dietas não induziram vômito ou outras perturbações
nos animais.
45
Não houve diferença na ingestão de alimentos (p>0,05), sugerindo que o citrato
de potássio, nas concentrações utilizadas nesse estudo, não influenciou a
palatabilidade das dietas. O escore das fezes dos animais não variou (p>0,05). O EB
calculado variou entre 23 (dieta controle) e 296 mEq/kg MS (dieta +300 mEq/kg
C6H5K3O7). Não houve variação na densidade tampouco no volume de urina
produzido (p>0,05). A dieta controle gerou, como esperado, urina ácida, este valor se
elevou significativamente com a adição do citrato de potássio (p<0,0001), diferindo
também a dose de 300mEq/kg em relação à dose de 150 mEq/kg (p<0,001),
demonstrando efeito linear da adição do composto sobre o pH urinário dos cães
(p<0,05).
Não foram verificadas diferenças estatísticas entre tratamentos nos parâmetros
hemogasométricos. As concentrações de Na, K e Cl mostraram-se dentro dos valores
de referencia (KANEKO, et al., 2008).
46
Tabela 8. Ingestão de alimentos, escore fecal, densidade, volume e pH urinário e resultados de hemogasometria dos cães após o
consumo das dietas empregadas na avaliação do citrato de potássio (experimento 2).
.
1
EPM= erro padrão da média; n= 6 por tratamento.
2
gramas de matéria seca por quilograma de peso metabólico por dia.
3
8h = colheita ás 8h.
4
15h= colheita às 15h, seis horas após
exposição ao alimento.
a,b,c
médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem pelo teste de Tukey (p<0,05).
5
valores de normalidade (KANEKO et al, 2008).
6
- efeito linear da
adição da citrato de potássio (p<0,05)
Item
Valores de
referencia
5
Controle
C
6
H
5
K
3
O
7
+150mEq/kgMS
C
6
H
5
K
3
O
7
+300mEq/kgMS
CV EPM
1
P
Ingestão alimento (g/kgPM/dia)
2
- 30,19 31,32 31,44 3,09 0,23 0,0729
Escore fecal
- 3,70 3,63 3,68 3,86 0,03 0,704
EBs (mEq/lg)
23 193 296 - - -
pH urinario medido
-
5,97
c
6,66
b
7,11
a
2,17 0,03 <0,0001
6
pH urinario estimado
6,44 6,75 6,93 - - -
densidade (g/dL)
-
1.032
1.035
1.023
1,66 0,01 0,48
volume (mL/cão/dia)
-
465,50
472,17
530,50
29,25 33,75 0,69
Hemogasometria venosa
pH venoso 8h
3
7,35 a 7,46 7,40
7,42
7,44
0,53 0,01 0,33
15h
4
7,37
7,36
7,39
0,46 0,01 0,32
PCO
2
(mmHg)
8h
38
39,08
36,55
33,23
10,78 0,92 0,06
15h
38,98
39,15
33,92
14,24 1,25 0,18
EB
(mmol/L)
8h
-5 a 0 -0,62
-0,82
-1,17
-234,22 0,48 0,89
15h
-3,03
-3,42
-3,77
-42,87 0,34 0,69
HCO
3
-
(mmol/L)
8h
18 a 25 23,87
23,12
22,03
8,16 0,44 0,27
15h
21,88
21,62
20,12
9,28 0,46 0,28
Na
+
(mmol/L)
8h
140 a155
139,68
145,91
139,85
8,07 2,70 0,57
15h
145,43
146,15
145,07
0,79 0,27 0,28
K
+
(mmol/L)
8h
3,5 a 5,5
3,67
3,88
4,00
9,07 0,08 0,27
15h
3,88
3,82
3,88
9,51 0,09 0,95
Cl
-
(mmol/L)
8h
107 a 113
107,82
106,45
107,60
9,50 2,31 0,60
15h
107,32
106,90
107,67
1,39 0,35 0,68
Osmolalidade
(mOsm/L)
8h
300 + 10
298,32
296,90
298,62
7,78 5,16 0,74
15h
288,95
290,35
288,33
0,74 0,51 0,28
47
4.3 Experimento 3
A composição analisada de macroelementos, metionina e cistina das dietas
experimentais incluídas no teste dos compostos acidificantes está apresentada na
Tabela 9. As diferenças na composição de macroelementos também se apresentam de
acordo com ingrediente que as mesmas receberam, de forma que os tratamentos com
metionina, sulfato de amônio e hexametafosfato de sódio apresentaram maiores
concentrações, respectivamente, de enxofre e de sódio e fósforo.
O consumo das dietas metionina -300mEq/kg e sulfato de amônio -300mEq/kg
provocou em aproximadamente 50% dos animais episódios eméticos em dias
alternados ou mesmo todos os dias. Apesar disso, estes continuaram ingerindo a dieta,
sem outros sinais clínicos. Na Tabela 10 estão apresentados os resultados de ingestão
de alimentos, escore fecal, densidade, volume e pH urinários, excesso de base dos
tratamentos, pH estimado pela fórmula gerada no experimento 1 (pH urinário = 6,4018 +
0,0018*EB) e os resultados de hemogasometria dos cães.
48
Tabela 9. Composição analisada de macroelementos das dietas empregadas no teste dos acidificantes (experimento 3)¹.
Tratamentos experimentais, compostos acidificantes
Item
Controle
(NaPO
3
)
6
-150mEq/kg
(NaPO
3
)
6
-300mEq/kg
(C
5
H
11
NO
2
S)
-150mEq/kg
(C
5
H
11
NO
2
S)
-300mEq/kg
(NH
4
)
2
SO
4
-150mEq/kg
(NH
4
)
2
SO
4
-300mEq/kg
g/Kg de materia seca
Cálcio 14,48 14,48 14,89 14,75 14,48 14,75 14,67
Magnésio 1,67 1,67 1,67 1,70 1,70 1,70 1,65
Sódio 5,97 8,98 12,65 5,83 5,74 5,89 6,08
Potássio 6,08 5,97 5,92 6,05 6,00 5,94 5,91
Fósforo 11,94 16,31 21,17 12,37 11,99 12,16 12,29
Enxofre 1,98 2,01 1,87 4,26 6,65 4,68 7,49
Cloro 2,71 2,66 2,62 2,77 2,55 2,55 2,58
Metionina 3,67 na na 15,70
2
27,67
2
na na
Cistina 4,33 na na 4,33 4,32 na na
¹ - n=2; CV < 5%.
2
- calculado de acordo com a adição de DL-metionina
na – não analisado
49
Tabela 10. Ingestão de alimentos, escore fecal, densidade, volume e pH urinário e resultados de hemogasometria dos cães mediante o
consumo das dietas empregadas no teste dos acidificantes (experimento 3).
*Diferença entre doses dentro de tratamento, efeito linear (p<0,05);
1
EPM = erro padrão da média; n= 6 por tratamento.
2
- gramas de matéria seca por quilograma de peso metabólico por dia.
3
8h =
colheita às 8h.
4
-15h= colheita às 15h, seis horas após exposição ao alimento.
a,b,c
médias seguidas pela mesma letra nas linhas não diferem pelo teste de Tukey (p<0,05).
5
valores de normalidade
(KANELO et al., 2008).
Tratamentos experimentais, compostos acidificantes
Item
Controle
(
NaPO
3
)
6
-150mEq/kg
(NaPO
3
)
6
-300mEq/kg
(C
5
H
11
NO
2
S)
-150mEq/kg
(C
5
H
11
NO
2
S)
-300mEq/kg
(NH
4
)
2
SO
4
-150mEq/kg
(NH
4
)
2
SO
4
-300mEq/kg
CV (%) EPM
1
P
Ingestão alimento (g/KgPM/dia)
2
32,30 32,84 31,91 32,27 31,29 32,99 32,09 7,75 0,39 0,93
Escore fecal
4,0 3,9 3,8 3,8 3,8 3,7 3,8 4,69 0,03 0,14
EBs (mEq/kg)
305 150 25 142 4 135 -51 - 55,94 -
pH urinario medido
6,82
a
6,71
a
6,47
a
6,31*
,ab
5,75
b
6,39*
,a
5,42
c
5,34 0,05 <0,0001
pH urinario estimado
6,95 6,67 6,45 6,66 6,41 6,65 6,31 - - -
densidade
1.018
b
1.020
ab
1.021
ab
1.023
ab
1.027
a
1.023*
,ab
1.018
b
0,42 0,01 0,01
volume (mL/cão/dia)
561,5
a
484,5
ab
464,3
ab
378,3
ab
312,0
b
419,3*
,ab
593,0
a
29,72 21,05 0,013
Hemogasometria venosa
pH venoso
8h
3
7,43 7,43 7,43 7,41 7,42 7,42 7,39 0,41 0,01 0,22
15h
4
7,39
a
7,39
a
7,40
a
7,37
ab
7,41
a
7,37*
,a
7,32
b
0,49 0,01 0,016
p
CO
2
(mmHg)
8h
38,93
a
37,32
a
34,65
ab
39,73*
a
32,02
b
38,72
a
36,80
a
10,50 0,60 0,01
15h
37,45 39,03 34,38 38,35 32,17 40,15 39,82 17,27 1,00 0,29
EB (mmol/L)
8h
0,90
a
0,48
ab
-0,82
abc
0,07*
,abc
-2,96
c
0,20*
,abc
-2,48
bc
- 282,23 0,29 0,004
15h
-2,73
bc
-1,67
c
-2,73
bc
-3,28
bc
-3,87
b
-2,62*
,bc
-5,93
a
- 35,60 0,18 <0,0001
HCO
3
-
(mmol/L)
8h
25,10
a
24,38
a
22,70
ab
24,73*
,a
20,20
b
24,47*
,a
21,80
ab
8,88 0,32 0,0016
15h
21,72 22,98 21,01 21,35 19,67 22,40* 19,75 9,93 0,33 0,08
Na
+
(mmol/L)
8h
156,2 154,3 152,6 154,2 152,7 154,4 154,1 3,57 0,85 0,94
15h
151,7 152,1 151,8 153,1 151,3 152,7 151,5 3,04 1,09 0,99
K
+
(mmol/L)
8h
3,70 3,70 3,70 3,80 3,78 3,63 3,77 6,16 0,04 0,87
15h
4,09 4,10 3,86 3,89 3,75 3,85 3,84 6,01 0,04 0,10
Cl
-
(mmol/L)
8h
115,6 114,5 115,4 113,1 114,5 114,3 115,2 4,21 0,75 0,98
15h
114,4 114,7 114,4 114,8 115,5 115,6 115,9 4,16 0,74 0,99
Osmolalidade
(mOsm/L)
8h
309,1 305,5 302,4 305,3 302,4 305,8 305,0 3,35 1,58 0,94
15h
300,5 301,4 300,8 303,3 300,0 302,4 300,3 2,86 1,33 0,99
50
Verificou-se que a adição de metionina e de sulfato de amônio resultou em
diminuição dose-dependente do pH da urina dos cães (p<0.05). Já a adição de
hexametafosfato de sódio não levou a alteração significativa no pH urinário em
nenhuma das doses utilizadas (p>0.05). Verificou-se diferença de 0,7 unidades de pH
entre os valores medidos na urina e os estimados pela formula proposta no experimento
1 na dieta -300mEq/kg de metionina e de -0,9 unidades de pH para a dieta -300mEq/kg
de sulfato de amônio. Diferenças entre as densidade e volumes urinários foram
verificados entre dietas (p<0,05), no entanto, em função dos episódios de vômito dos
animais estes dados se tornam de difícil interpretação.
O excesso de base sanguíneo, pH venoso da tarde e bicarbonato sanguineo
reduziram-se mediante a adição dos compostos acidificantes, sendo esta redução dose-
dependente para a metionina e o sulfato de amônio (p<0,05). Em função disso a
concentração de bicarbonato (r=0,98; p<0,01) e o excesso de bases sanguíneo (r=0,75;
p<0,01) correlacionaram-se com o EB
s
do alimento, como apresentado nas Figuras 6 e
7, respectivamente.
51
-100 0 100 200 300 400
15
18
20
22
24
26
EBs dieta
Bicarbonato (mmol/kg)
Figura 6: Correlação entre a concentração de bicarbonato venoso da manhã e
e o EBs das dietas calculado com enxofre (mEq/kg MS).
-100 0 100 200 300 400
-6
-4
-2
0
EBs sulfurados
EB sangue (mmol/kg)
Figura 7: Correlação entre o EB venoso da tarde e o EBs das dietas calculado com
enxofre (mEq/kg MS).
EB sangue = -4,1558 + 0,0211*EB – 0,000005*EB
2
r=0,75 p <0,0001
Bicarbonato = 22,05 + 0,023*EB – 0,00004*EB
2
r= 0,98 p<0,0001
52
4.4 Equações para estimativa do pH urinário de cães a partir do EB dos
alimentos
Na figura 8 estão apresentadas as correlações entre o pH urinário medido e o
EB
s
dos 19 alimentos incluídos nos 3 experimentos. A equação resultou em elevada
constante de associação, sendo expressa por:
pH = 5,9853 + 0,0044*EB - 0,000003*EB² (r=0,85; p<0,0001).
-200 0 200 400 600 800 1000
5
5.0
5.5
6.0
6.5
7.0
7.5
8.0
8.5
EBs dieta
pH urinário mensurado in vivo
Figura 8:
Correlação entre o pH urinário mensurado in vivo e o EB
s
das dietas (n=19)
(mEq/kg MS).
pH = 5,9853 + 0,0044EB - 0,000003EB²
r=0,85 p<0,0001
53
Considerando a fórmula gerada no presente estudo, apresentada na Figura 8,
mais as disponíveis na literatura consultada, foram comparados os valores de pH
urinário preditos com os verificados nas 19 rações utilizadas nos experimentos 1, 2 e 3.
Esta comparação encontra-se na Tabela 11. Os dados observados e preditos foram
semelhantes para a fórmula aqui proposta (p>0,05), mas resultaram diferentes para as
equações sugeridas por Gevaert et al (1991; p<0,05) e Zentek et al (1995; p<0,05). Na
Figura 9 está apresentada a correlação entre o pH urinário medido e o estimado pela
fórmula proposta na presente pesquisa (ilustrada na Figura 8).
54
Tabela 11:
Comparação entre o pH in vivo obtido para as 19 rações empregadas nos experimentos 1, 2 e 3 com os
estimados pela fórmula gerada na presente pesquisa e as propostas por Zentek et al (1995) e Gevaert et al (1991).
Ração
pH in vivo
média (sd
1
)
Fórmula proposta
Zentek
Gevaert
pH Diferença
2
p
3
pH Diferença
p
pH Diferença p
1 6,58 (6,40-6,76)
6,30 -0,28
- 6,76
0,18
- 6,25
-0,33
-
2 6,47 (6,24-6,7)
6,34 -0,13
- 6,78
0,31
- 6,30
-0,17
-
3 6,82 (6,64-7,0)
6,63 -0,19
- 6,94
0,12
- 6,73
-0,09
-
4 7,18 (6,97-7,39)
7,27 0,09
- 7,42
0,24
- 7,98
0,8
-
5 7,1 (6,81-7,39)
7,10 0
- 7,26
0,16
- 7,58
0,48
-
6 6,72 (6,55-6,89)
6,63 -0,09
- 6,94
0,22
- 6,73
0,01
-
7 6,68 (6,51-6,85)
6,60 -0,08
- 6,93
0,25
- 6,69
0,01
-
8 6,92 (6,64-7,2)
7,08 0,16
- 7,25
0,33
- 7,54
0,62
-
9 7,77 (7,61-7,93)
7,60 -0,17
- 8,14
0,37
- 9,89
2,12
-
10 5,97 (5,78-6,16)
6,08 0,11
- 6,66
0,69
- 5,97
0
-
11 6,67 (6,56-6,78)
6,72 0,05
- 7,00
0,33
- 6,87
0,2
-
12 7,11 (7,0-7,22)
7,02 -0,09
- 7,20
0,09
- 7,41
0,3
-
13 6,81(6,71-6,91)
7,05 0,24
- 7,22
0,41
- 7,46
0,65
-
14 6,71 (6,33-7,09)
6,58 -0,13
- 6,91
0,2
- 6,64
-0,07
-
15 6,47 (5,90-7,03)
6,09 -0,38
- 6,67
0,2
- 6,01
-0,46
-
16 6,31 (6,16-6,46)
6,55 0,24
- 6,89
0,58
- 6,60
0,29
-
17 5,74 (5,40-6,05)
6,00 0,26
- 6,61
0,87
- 5,85
0,11
-
18 6,39 (6,03-6,75)
6,53 0,14
- 6,88
0,49
- 6,57
0,18
-
19 5,45 (5,22-5,62)
5,75 0,3
- 6,50
1,05
- 5,58
0,13
-
Média
6,62
(6,09-7,15)
6,63
(6,15-7,11)
0,002 0,37
7,00
(6,63- 7,37)
0,37 <0,01
6,88
(5,89-7,85)
0,25 0,03
1
- intervalo compreendido no intervalo mais ou menos um desvio padrão
2
- diferença entre o valor médio medido e o valor estimado pela fórmula.
3
- valor de p, teste T-student
55
0 5
0
5
5.5 6.0 6.5 7.0 7.5 8.0 8.5
5.5
6.0
6.5
7.0
7.5
8.0
8.5
pH urinário mensurado in vivo
pH estimado pela fórmula
Figura 9:
Correlação entre o pH urinário de cães mensurado in vivo (n=19) com os
estimados pela equação: pH urinário = 5,9853 + 0,0044*EB - 0,000003*EB²
r = 0,85 p <0,0001
56
5. DISCUSSÃO
Este estudo confirmou, de acordo com um delineamento bastante abrangente,
que os cátions e os ânions contidos no alimento apresentam elevada correlação com o
pH urinário de cães, fato anteriormente estudado por Gevaert et al (1991) e Zentek et al
(1995). A formação dos urólitos tem demonstrado ligação com o tipo de alimento e
nutrientes ingeridos, pois estes determinam por sua vez a saturação urinária (YAMKA &
MICKELSEN, 2006). Neste contexto a modulação dietética do pH urinário ocupa papel
central, sendo necessário que os fabricantes de alimentos incluam no desenvolvimento
de seus produtos estudos das respostas metabólicas aos mesmos (CARCIOFI, 2007).
Dentre os nove alimentos comerciais testados no primeiro experimento, apenas
os superpremium e premium apresentaram-se completos e balanceados quanto aos
nutrientes avaliados. Os três produtos econômicos apresentaram deficiência de
aminoácidos sulfurados e além disso, o EC1 apresentou deficiência de proteína e cloro
(NRC, 2006). Em relação ao pH urinário observado, três resultaram inadequados para
cães adultos que, segundo Osborne & Lulich (1995) não deve ser superior a 7,0. O
principal cátion responsável pela alcalinização urinária parece ter sido o cálcio, que
nestes três alimentos esteve próximo a 19g/kg, os maiores dentre as dietas avaliadas.
O volume de urina produzido se relacionou ao consumo de Na pelos cães. Sabe-
se que dietas com elevados teores de sódio ou dietas com alta umidade aumentam a
ingestão de água e o volume urinário e consequentemente levam a uma diminuição da
saturação urinária. Contudo, o excesso de sódio dietético pode afetar a excreção
urinária de cálcio (OSBORNE et al, 2000; STEVENSON et al, 2003b; STEVENSON et
al, 2004; STEVENSON & RUTGERS, 2006) e a pressão arterial em cães (OSBORNE et
al, 2000). Segundo Stevenson et al, 2003b, um alimento com níveis moderados de
sódio, favorecerá a diurese e não afetará a pressão arterial dos cães.
O cálculo do EB se mostrou ferramenta interessante para a avaliação e para o
balanceamento de macroelementos de dietas para cães. Discute-se que dietas com
altos teores de proteína tendem a acidificar a urina (STEVENSON et al, 2004). No
presente estudo, no entanto, esta correlação não pôde ser encontrada (p>0,05; dados
57
não apresentados). Esta associação empírica entre proteína e pH urinário talvez venha
da maior quantidade de enxofre, presente nos aminoácidos sulfurados em dietas com
elevados teores protéicos. No entanto, mesmo dietas isoprotéicas, como as
empregadas nos experimentos 2 e 3 podem induzir nos cães grandes diferenças de pH
urinário, à depender de seu equilíbrio de macroelementos.
Apesar das equações de Gevaert et al., (1991) e Zentek et al., (1995) para
estimativa do pH urinário de cães a partir do EB do alimento terem se ajustado aos
valores de pH medidos, estas geraram valores estatisticamente diferentes dos
observados (p<0,05), como demonstrado na Tabela 11. Isto foi importante
especialmente para rações com EB muito baixo ou muito elevado, quando desvios
importantes entre valores medidos e estimados ocorreram. Gevaert et al. (1991)
trabalharam com poucas rações e rações com pequena diferença quanto ao EB, sendo
todos superiores a 75mEq/kg. A formula gerada no experimento 1 da presente
dissertação também empregou poucas rações (n=9) e todas com EB maior do que
75mEq/kg, assim, mesmo com elevada constante de associação (r=0,98) não foi
precisa na estimativa do pH urinário dos cães mediante consumo das dietas com
reduzido EB nos experimentos 2 (Tabela 8) e 3 (Tabela 10). Desta forma, a limitação no
intervalo de EB empregado limita a precisão das fórmulas de Gevaert et al. (1991) e
proposta no experimento 1 para rações mais acidificadas.
Já a equação proposta por Zentek et al (1995) não considerou os teores totais
de enxofre, utilizando apenas os aminoácidos sulfurados. Nesta pesquisa verificou-se
que outros compostos que não a metionina e a cistina contribuíram em média com
0,91g de enxofre às dietas. Dentre os compostos que contem enxofre e podem estar
presentes em alimentos para cães destacam-se o bissulfato de sódio, sulfitos
(preservativos), sulfato ferroso, sulfato de manganês, sulfato de condroitina, biotina,
tiamina e taurina. Isto pode explicar a diferença média de 0,37pH entre valores
observados (Tabela 11) e estimados, sugerindo que o emprego de enxofre é sempre
preferível ao de aminoácidos sulfurados para o cálculo do EB da dieta.
Outro ponto de variação que necessita ser considerado na comparação dos
resultados de diferentes experimentos refere-se aos protocolos de coleta de urina.
58
Yamka & Mickelsen (2006), por exemplo, mensuraram o pH de somente duas amostras
de urina ao longo do dia, não coletando a urina produzida em 24 horas como foi
realizado neste estudo. Sabe-se que variações circadianas no pH urinário são
importantes, principalmente no período pós-prandial. Stevenson et al. (2000) encontrou
picos no pH urinário aproximadamente de 1 a 4 horas após o consumo da primeira
refeição. Em conseqüência disso, a interpretação de apenas um valor de pH,
especialmente quando não se leva em consideração o momento da alimentação revela-
se bastante imprecisa (ALLEN & KRUGER, 2000).
Para avaliação dos efeitos do EB do alimento sobre o balanço ácido-básico
realizou-se coleta de sangue venoso. O sangue venoso é rotineiramente utilizado por
ser de mais fácil coleta que o arterial, e por oferecer resultados também confiáveis
(DiBARTOLA, 2006; KANEKO, 2008). Apesar do emprego de sangue venoso poder
levar a algumas inexatidões, este método foi escolhido devido ao fato dos cães serem
bastante agitados, dificultando a coleta de sangue arterial sem anestesia do animal.
FERREIRA et al., (2005) comparou o pH de sangue arterial e venoso em cães sob
mesmas condições, concluindo que a hemogasometria venosa pode substituir a
hemogasometria arterial na clinica de pequenos animais. A maior diferença entre
sangue venoso e arterial está na pO
2
, que reflete a oxigenação do sangue pelos
pulmões e a sua utilização pelos tecidos. Amostras venosas têm pCO
2
ligeiramente
mais alta e pH levemente mais baixo (DiBARTOLA, 2006), mas isto não inviabiliza a
comparação dos efeitos de diferentes tratamentos dietéticos no equilíbrio ácido-basico,
como proposto nesta dissertação. Ademais este é assunto muito pouco estudado em
cães, na literatura consultada localizou-se apenas um trabalho, o de Gevaert et al.,
(1991) que estudou o efeito da dieta no equilíbrio ácido básico de cães. Os autores
utilizaram sangue venoso e encontraram que a adição de sais acidificantes pode levar a
acidemia crônica.
No experimento 3 verificaram-se redução do excesso de base sanguíneo, pH
venoso da tarde e bicarbonato sanguineo nas deitas com EB
s
próximo ao neutro (-
300mEq/kg de metionina) ou negativo (-300mEq/kg de sulfato de amonio). O
predomínio de ânions nestes alimentos resultou em alterações clínicas como vômito e
59
descompensação metabólica incluindo acidemia e EB sanguíneo muito negativo.
Nestas situações verificou-se pH urinário muito baixo, próximo a 5,5pH. Além desta
condição estar associada ao aumento da calciúria e super-saturação relativa para
oxalato de cálcio (OSBORNE et al, 2000), outros problemas clínicos poderiam ocorrer
como alterações no balanço orgânico de cálcio e formação dos ossos (THRALL, 2007),
hipocalemia (DOW et al, 1990) e perturbações no metabolismo mineral (CHING et al,
1989). Osborne & Lulich (1995) sugerem como intervalo de normalidade para cães pH
urinário de 5,5 a 7,0. No entanto, dados desta pesquisa sugerem-se que cães com pH
urinário inferir a 6,0pH podem estar sob risco de acidemia, não sendo recomendado o
emprego de alimentos com EB
s
próximos ao neutro. Considerando-se a fórmula
sugerida neste experimento (Figura 8; pH = 5,9853 + 0,0044EB - 0,000003EB²), para
que o pH urinário de cães não seja inferior a 6,2pH o EB
s
da dieta não deve ser inferior
a 50mEq/kg de MS.
Citrato de potássio, carbonato de cálcio e bicarbonato de sódio têm sido
preconizados como promotores de alcalinização urinária para controle dos urólitos de
oxalato de cálcio e urato de amônio (ALLEN & KRUGER, 2000; STEVENSON &
RUTGERS, 2006; HESSE & NEIGER, 2009). Segundo Stevenson et al. (2000), a
suplementação de cães com C
6
H
5
K
3
O
7
(150mg/kgPC/dia) não resultou em elevação
significativa do pH urinário. No entanto, estes autores não levaram em conta o valor de
EB do alimento no cálculo da dose de C
6
H
5
K
3
O
7
e a suplementação de C
6
H
5
K
3
O
7
em
mEq, podendo isto explicar os resultados negativos. Neste estudo suplementou-se
260mg e 520mg de C
6
H
5
K
3
O
7
por kg/PC/dia, o que foi suficiente para elevar o pH
urinário dos cães em 0,69pH e 1,14pH, respectivamente. Deve-se considerar, também,
que o efeito do EB
s
da dieta sobre o pH da urina não é linear, é quadrático. Assim, em
alimentos com EB
s
mais elevados, adições de cátions não resultam em aumentos
proporcionais do pH da urina (Figura 8). Desta forma, a adição de citrato de potássio
necessária é sempre dependente do EB
s
da dieta que o cão esteja ingerindo.
Segundo Hoppe (1998) o objetivo do tratamento com alcalinizantes urinários é
manter o pH da urina em aproximadamente 7,0, este no entanto não deve ser superior
a 7,5 para evitar o risco de formação de urólitos de estruvita e fosfato de cálcio
60
(BARTGES, 2004; STEVENSON & RUTGERS, 2006; HESSE & NEIGER, 2009).
Segundo a fórmula aqui proposta, a dieta deve apresentar EBs próximo a 300mEq/kg
de MS para que a urina dos cães tenha pH próximo a 7,0, não devendo o EBs ser
superior a 500mEq/kg de MS para se evitar urólitos de estruvita e fosfato de cálcio. Da
mesma forma, um pH urinário intermediário como 6,6 pode ser obtido mantendo-se o
EBs da dieta em torno de 150mEq/kg da MS.
Acidificantes vêm sendo estudados para cães, como cloreto de cálcio
(GEVAERT et al, 1991) e cloreto de amônio (GEVAERT et al, 1991; ZENTEK et al,
1995). No presente estudo, o (NH
4
)
2
SO
4
e (C
5
H
11
NO
2
S) se mostraram mais efetivos que
o (NaPO
3
)
6
, o último mesmo reduzindo o EB
s
da dieta não resultou em efetiva
acidificação urinária. Explicações para esta fato são difíceis, uma hipótese é que os
cátions e ânions interferem no metabolismo quando absorvidos, ou biodisponíveis para
o animal. Assim, é possível que a biodisponibilidade do fósforo presente no (NaPO
3
)
6
seja mais baixa, reduzindo seu efeito acidificante metabólico.
Metionina e sulfato de amônio foram igualmente efetivos em promover
acidificação urinária. Seu efeito acidificante esta relacionado à liberação de S e os
efeitos deste elemento no metabolismo intermediário e excreção renal de sulfato.
Inclusões de até 4,5g de S/kg MS (tratamentos -150mEq/kg de metionina e -150mEq/kg
de sulfato de amônio) mostraram-se seguras para cães dentro do período considerado
no estudo. No entanto, adições maiores que 6,6g de S/kg MS de ração resultaram em
vômito e transtornos do equilíbrio ácido-básico, estando acima do limite seguro para a
espécie. No NRC (2006) discute-se que dieta com 47g/kg de metionina causou ataxia,
desorientação, hiperatividade, letargia, tremores, vômitos e ptialismo em cães após
4horas do consumo do alimento. Como não existem estudos dose resposta para
determinação da toxicidade de metionina, concluem que a limite máximo seguro de
ingestão de metionina esteja bem abaixo deste valor. No presente estudo a dieta -
150mEq/kg de metionina apresentou 15,7g metionina/kg MS não causando transtornos
metabólicos nos animais, enquanto a -300mEq/kg, que apresentou 27,7g metionina/kg
MS, não se mostrou adequada. Desta forma, pode-se considerar que o limite seguro
61
esteja entre estes dois valores, sendo necessários mais estudos para melhor
determinação do mesmo.
No entanto, apesar do catabolismo de metionina gerar compostos capazes de
causar intoxicação, como o metanetiol e o dimetil dissulfito, pode-se considerar que
parte dos sintomas de intoxicação sejam resultantes do EB
s
negativo da dieta, o que é
confirmado pela presença dos mesmos sintomas na dieta com sulfato de amônio.
Considerando-se isto, dependendo da composição de macroelementos da ração é
possível que adições muito mais baixas de metionina e cistina já causem intoxicação,
especialmente quando a dieta apresenta baixas quantidades de cátions, devendo-se
sempre considerar o EB
s
da dieta que não deve ser menor que 50mEq/kg, como
estimado anteriormente.
Com base na literatura disponível e no trabalho de Jeremias (2009), verificam-se
diferenças entre cães e gatos nas respostas metabólicas ao EB
s
da dieta. Para gatos,
EB da dieta próximo ao neutro resultam em pH urinário de 6,47 (JEREMIAS, 2009) ou
6,72 (KIENZLE et al. 1991). Estudos para cães resultaram que em EB próximo ao
neutro o pH urinário estimado seria de 5,85 (GEVAERT et al., 1991) ou de 5,98
verificado neste estudo. Assim, enquanto para cães a dieta não deve apresentar EB
menor que 50mEq/kg, para gatos dietas neutras são indicadas.
62
6. CONCLUSÃO
- A manipulação do equilíbrio mineral da dieta com base no calculo de seu
excesso de base é um meio efetivo de se ajustar o alimento visando modulação
metabólica e adequado pH urinário de cães.
- O cálculo do excesso de bases empregando os macroelementos junto com o
enxofre foi o mais adequado para se compreender os efeitos dos cátions e ânions da
dieta no equilíbrio ácido-básico.
-
As dietas devem apresentar excesso de bases positivo, acima de 50mEq/kg,
EB próximos a zero ou negativos podem levar à produção de urina com pH inferior a 6,0
e acidificação do meio interno, induzindo vômito nos animais.
- Com exceção do hexametafosfato de sódio, todos os demais sais estudados
promoveram modificações metabólicas compatíveis com alterações no EB
s
das dietas.
- Teores de DL-metionina de 27,7 g/kg MS da dieta não são tolerados por cães.
63
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70
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72
8. ANEXO
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