( PDF ) Reprodução e cultivo de bivalves límnicos ameaçados de extinção: uma estratégia para a conservação do gênero Diplodon (Mollusca, Hyriidae)

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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO

FFCLRP – DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOLOGIA COMPARADA

Reprodução e cultivo de bivalves límnicos ameaçados

de extinção: uma estratégia para a conservação do

gênero Diplodon (Mollusca, Hyriidae)

Ricardo Cunha Lima

Orientador: Prof. Dr. Wagner Eustáquio Paiva Avelar

Tese apresentada à Faculdade de

Filosofia, Ciências e Letras de

Ribeirão Preto, Universidade de São

Paulo, como parte das exigências

para obtenção do título de Doutor em

Ciências, área: Biologia Comparada.

Ribeirão Preto - SP

2010

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Lima, Ricardo Cunha

Reprodução e cultivo de bivalves límnicos ameaçados de

extinção: uma estratégia para a conservação do gênero

Diplodon (Mollusca, Hyriidae) / Ricardo Cunha Lima - Ribeirão

Preto, 2010.

xiv, 140 p.

Tese apresentada à Faculdade de Filosofia, Ciências e

Letras de Ribeirão Preto, Universidade de São Paulo.

Orientador: Avelar, Wagner Eustáquio Paiva

1. Hyriidae, 2. Reprodução, 3. Conservação

4. Biodiversidade, 5. Aquicultura

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“Ao falar de evolução,

Hoje, nunca está bom,

Amanhã, sempre será melhor"

Richard Dawkins

AGRADECIMENTOS

Ao Prof. Dr. Wagner Eustáquio Paiva Avelar por sua insistência,

paciência e colaboração.

Aos meus pais que sempre me apoiaram, mesmo às vezes sem

compreender o que faço.

A minha esposa, Cynthia, por seu apoio incondicional e por manter-me

atento ao mundo real.

As minhas meninas, Alicia, Bruna e Giovana, se não fosse por elas eu

provavelmente terminaria a tese na metade do tempo, porém não seria um

trabalho completo.

A Profa. Dra. Maria Helena Goldman, por ceder seu espaço físico e

equipamentos, além de sempre estar disposta a tirar minhas dúvidas.

Ao Prof. Dr. Wagner Ferreira dos Santos por permitir a utilização de seu

microscópio com câmera acoplada.

A Profa. Dra. Prof. Dra. Sonia Helena Sipauba, e ao Prof. Dr. João

Batista Kochenborger Fernandes do CAUNESP/UNESP, Jaboticabal, por ceder

as cepas de microalgas e os peixes, respectivamente, necessários para a

pesquisa.

A Profa. Dra. Maria Cristina da Silva Pranchevicius pela sua contribuição

na elaboração dos meios de culturas.

Ao Prof. Dr. Luiz Ricardo Lopes Simone do Museu de Zoologia

(MZUSP), pela supervisão, conversa, troca de idéias e apoio.

A Nina pelo seu constante bom humor e preocupação, uma segunda

mãe.

Ao técnico Álvaro S. Costa pelo auxílio nas coletas, pelas conversas e

pelo apoio.

Ao técnico Paulo Rosa Jr, por seu lema “tudo a favor da pesquisa”.

A toda equipe do Departamento de Biologia e Secretaria do Programa

de Biologia Comparada que direta e indiretamente me auxiliaram,

principalmente o Prof. Dr. Fernando Mantelatto, por suas sugestões e

conselhos.

Aos meus colegas do laboratório, Fernando Frachone Neves, Aline

Matsushita, Daniel Cavalari, Elisa Troncon e Marina Vianna.

A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Ensino Superior

(CAPES) e a Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado de São Paulo

(FAPESP) pela bolsa e auxílio financeiro concedidos.

E por último, porém não menos importante, aos meus amigos que

acompanharam todo meu desenvolvimento, angústias e alegrias por que

passei durante todo o percurso dos últimos quatro anos.

SUMÁRIO

Lista de figuras ...................................................................................................... vi

Lista de tabelas ..................................................................................................... i

Resumo ................................................................................................................. xii

Abstract ................................................................................................................. xiii

Prólogo .................................................................................................................. 01

Introdução ............................................................................................................. 21

Objetivos ............................................................................................................... 34

Material e Métodos ................................................................................................ 36

Resultados ............................................................................................................ 58

Discussão ............................................................................................................. 98

Conclusão ............................................................................................................. 116

Referências Bibliográficas ..................................................................................... 117

Anexos .................................................................................................................. 137

Anexo A ................................................................................................................ 137

Anexo B ................................................................................................................ 140

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Diagrama das cinco categoriais de fusão do manto em sua porção

posterior. e, abertura exalante; i, abertura inalante; sa, abertura supranal.

Fonte: mussel project ........................................................................................ 13

Figura 2. Anatomia dos Unioniformes. A, Margaritifera margaritifera; B,

Fusconaia rubiginosa; C, Anodontites patagonicus; D, Diplodon trifidus; E,

Castalina nehringi; F, Spatha kamerunensis. ai, abertura inalante; ae,

abertura exalante; h, palpos; i, demibrânquia interna; o, demibrânquia

externa; p, pé; sa, abertura supranal; t, diafragma. Desenhos modificados

de Ortmann (1912b, 1921). ............................................................................... 19

Figura 3. Fases da pesquisa e etapas do trabalho. .......................................... 37

Figura 4. Metodologia para transporte dos espécimes coletados. ................... 39

Figura 5. Diagrama das características externas da concha de um bivalve

de água doce hipotético. am, margem anterior; b, bico (umbo); bs, escultura

umbonal; d, disco; dm, margem dorsal; gl, linhas de crescimento; pm,

margem posterior; pr, costela posterior; ps, depressão posterior; rm, linhas

de crescimento; ss, escultura da concha; vm, margem ventral; w, asa.

Modificado de McMichael e Hiscock (1958). ..................................................... 40

Figura 6. Manutenção das cepas de microalgas, com luminosidade e

aeração constante. ............................................................................................ 44

Figura 7. Esquema da unidade de manutenção, onde os espécimes de

Anodontites trapesialis foram mantidos suspensos e enterrados. Foto com

detalhe da bolsa de nylon com dois indivíduos ................................................. 46

Figura 8. Acondicionamento dos animais recém coletados, individualmente,

para a observação da eliminação e coleta dos gloquídios. ............................... 48

vii

Figura 9. Conquiliometria da valva gloquidial. a, altura; aº, ângulo; b, borda;

c, comprimento; cld, comprimento da linha dorsal; dg, dente gloquidial; dpv,

deslocamento da ponta ventral; pv, ponta ventral. Modificado de Mansur e

Campos-Velho (1990). ...................................................................................... 50

Figura 10. Infestação artificial dos peixes, Astyanax altparanae, com

gloquídios do gênero Diplodon (cultivo in vivo). ................................................ 51

Figura 11. Manutenção dos gloquídios, em incubadora, com o meio artificial de

cultura com M 199, fonte protéica e antibióticos/antimicóticos (cultivo in vitro). ........ 55

Figura 12. Cultivo de juvenis do gênero Diplodon. À esquerda em placas de

Petri, e à direita em becker com aeração. ......................................................... 56

Figura 13. Localização da Bacia Hidrográfica do rio Mogi Guaçu. Fonte:

http://mapas.znc.com.br/sos_bacias_sp/index.php. .......................................... 58

Figura 14. Local onde foram realizadas as coletas (rio Mogi Guaçu,

município de Porto Ferreira, SP, 21º50’36,1” S e 47º29’44,5” W). As fotos A

e B foram tiradas na época de seca, e as fotos C e D em época de chuva. ..... 60

Figura 15. Representação gráfica da variação dos parâmetros abióticos

entre outubro/2007 a outubro/2008. Os valores referentes à vazão do rio

correspondem a uma média de 10 anos (1996 a 2006). ................................... 62

Figura 16. Espécies coletadas no rio Mogi Guaçu, Porto Ferreira, SP

(21º50’36,1” S e 47º29’44,5” W). A, Diplodon expansus; B, Diplodon

fontainianus; C, Diplodon rotundus gratus; D, Diplodon martensi; E,

Diplodon sp.; F, Castalia undosa undosa; G, Anodontites trapezeus; H,

Fossula fossiculifera. Escala = 1 cm. ....................................................... 67

Figura 17. Foto da variação das conchas de D. expansus, coletadas no rio

Mogi Guaçu, município de Porto Ferreira, São Paulo. ...................................... 69

viii

Figura 18. Detalhes dos dentes pseudocardinais das valvas do grupo 1 de

Diplodon expansus. À esquerda o dente pseudocardinal da valva esquerda,

e a direita o dente pseudocardinal valva direita. ............................................... 71

Figura 19. Detalhes dos dentes pseudocardinais das valvas do grupo 2 de

Diplodon expansus. À esquerda o dente pseudocardinal da valva esquerda,

e a direita o dente pseudocardinal valva direita. ............................................... 72

Figura 20. Características anatômicas dos três grupos de Diplodon

expansus. .......................................................................................................... 73

Figura 21. Espécie de microalga isolada do rio Mogi Guaçu e cultivada em

larga escala no laboratório (Chlamydomonas sp.). ........................................... 75

Figura 22. Crescimento da densidade populacional de Chlamydomonas sp.

cultivada em diferentes meios de cultivo. .......................................................... 76

Figura 23. Gloquídios das espécies do gênero Diplodon que foram

liberados em laboratório. A, Diplodon fontainianus; B, Diplodon martensi; C,

Diplodon rotundus gratus; D, Diplodon expansus var. 1, var. 2 e var. 3.

Escala = 100 µm. ................................................................................... 80

Figura 24. Fotos das culturas de gloquídios contaminadas. A, incubação

apenas com meio de cultura; B, incubação com meio de cultura e plasma de

peixe. ................................................................................................................ 88

Figura 25. Fotografias dos juvenis recém metamorfoseados. A, Diplodon

expansus var. 1; B, Diplodon expansus var. 2; C, Diplodon martensi; D,

Diplodon rotundus gratus. Escala = 200 µm. .......................................... 92

Figura 26. Fotografias dos juvenis. A, Diplodon expansus var. 1 com 5 dias;

B, Diplodon expansus var. 2 com 5 dias; C, Diplodon martensi com 5 dias;

D, Diplodon rotundus gratus com 5 dias. As fotografias A, B e D foram

tiradas com microscopia de epifluorescência. Escala = 500 µm. ............ 94

Figura 27. Fotografias dos juvenis. A, Diplodon expansus var. 1 com 15

dias; B, Diplodon expansus var. 2 com 10 dias; C, Diplodon martensi com

15 dias; D, Diplodon rotundus gratus com 15 dias. A fotografia A foi tirada

com microscopia de epifluorescência. Escala = 500 µm. ........................ 96

Figura 28. Fotografias dos juvenis. A, Diplodon rotundus gratus com 30

dias; B, Diplodon martensi com 30 dias; C, Diplodon martensi com 60 dias;

D, Diplodon martensi com 90 dias. As fotografias A, B e D foram tiradas com

microscopia de epifluorescência. Escala = 500 µm................................. 97

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Localidades e coordenadas onde foram realizadas as coletas

preliminares dos bivalves. ................................................................................. 38

Tabela 2. Concentrações (g/ml) de fósforo, potássio e nitrogênio em cada

diluição testada para o cultivo de fitoplâncton. .................................................. 43

Tabela 3. Combinação de antibiótico e fungicida na formulação do produto

da Invitrogen (Cod. prod. 15240-062). .............................................................. 53

Tabela 4. Bivalves límnicos nativos coletados do rio Mogi Guaçu, município

de Porto Ferreira, São Paulo, Brasil, entre março/2008 e setembro/2009. ....... 68

Tabela 5. Peso, em gramas (médias e desvios padrão), dos espécimes de

Anodontites trapesialis mantidos enterrados e suspensos. .............................. 78

Tabela 6. Espécies coletadas no rio Mogi Guaçu, no município de Porto

Ferreira (21º50’36,10” S e 47º29’44,5” W) e número de indivíduos que

desovaram no laboratório. ................................................................................ 81

Tabela 7. Número de horas que a viabilidade dos gloquídios de Diplodon

expansus var. 2 permaneceu acima de 75 %. Períodos dentro de uma linha

seguidos por letras diferentes foram significativamente diferentes (p < 0,05). .. 83

Tabela 8. Número de horas que a viabilidade dos gloquídios de Diplodon

rotundus gratus permaneceu acima de 75 %. Períodos dentro de uma linha

seguidos por letras diferentes foram significativamente diferentes (p < 0,05). .. 83

Tabela 9. Medidas morfométricas das conchas dos gloquídios de Diplodon

expansus var. 1, D. expansus var. 2 e D. rotundus gratus. ............................... 85

Tabela 10. Duração do período de infestação e porcentagem de

metamorfose, em Astyanax altparanae, de acordo com a espécie de bivalve

e de temperatura do experimento. .................................................................... 87

Tabela 11. Tempo de sobrevivência dos gloquídios de Diplodon

fontainianus e D. expansus var. 2 incubados a 18 ºC com plasma de

diferentes espécies de peixe como fontes protéicas na composição do meio

de cultura. ......................................................................................................... 90

Tabela 12. Porcentagem de sobrevivência (e porcentagem de metamorfose)

dos gloquídios de Diplodon rotundus gratus, D. expansus var. 2 e D.

martensi incubados a 18 ºC com diferentes fontes protéicas na composição

do meio de cultura. ............................................................................................ 90

Tabela 13. Sobrevivência dos juvenis pós-metamórficos do gênero

Diplodon. Os valores de sobrevivência representam uma média entre as

espécies testadas. ............................................................................................ 92

Tabela 14. Sobrevivência dos juvenis com 5 dias após a metamorfose do

gênero Diplodon. Os valores de sobrevivência representam uma média

entre as espécies testadas. .............................................................................. 93

Tabela 15. Sobrevivência dos juvenis com 15 dias após a metamorfose do

gênero Diplodon. Os valores de sobrevivência representam uma média

entre as espécies testadas. .............................................................................. 95

xii

RESUMO

Os bivalves límnicos, ou náiades da ordem Unionoida, representam a

maior radiação dos bivalves na água doce, com seis famílias, 181 gêneros e

800 espécies, sendo encontrados em todos os continentes, e atualmente,

representam o grupo de animais de água doce em maior risco de extinção. A

causa mais dramática do declínio e extinção dos bivalves dulcícolas é a

modificação e destruição do seu habitat, as mudanças climáticas globais e a

introdução de animais aquáticos exóticos (não nativos)

Este táxon é o único membro da classe Bivalvia reconhecido por

apresentar um estágio larval parasita em seu ciclo de vida, o qual envolve uma

relação obrigatória com um hospedeiro vertebrado, normalmente um peixe, e

uma larva altamente modificada, o gloquídio ou lasídio. Esta característica do

ciclo de vida é um componente principal de qualquer plano de conservação dos

bivalves límnicos.

Com a finalidade de propagar as espécies que estão em perigo de

extinção, pretendeu-se desenvolver técnicas viáveis para a obtenção de formas

juvenis em laboratório, através do cultivo artificial (in vitro) dos gloquídios.

Através da metodologia empregada foi possível obter indivíduos juvenis

com mais de 30 dias das espécies D. expansus, D. rotundus gratus e D.

martensi. Além desse resultado, o presente trabalho desenvolveu um novo

meio de cultura para as larvas gloquidiais, baseado em um extrato liofilizado de

peixe.

xiii

ABSTRACT

The freshwater mussels, or naiades of the order Unionoida, represents

the largest radiation of the bivalves in freshwater, with six families, 181 genera

and 800 species, are found on all continents, and currently represent the group

of freshwater animals in higher risk of extinction. The most dramatic decline and

extinction of freshwater mussels are the modification and destruction of habitat,

global climate change and the introduction of exotic aquatic animals (not

native).

This taxon is the only member of the class Bivalvia recognized for having

a parasitic larval stage in their life cycle, which involves a compulsory

relationship with a vertebrate host, usually a fish, and a highly modified larva,

the glochidium or lasidium. This feature of the life cycle is a major component of

any plan for the conservation of freshwater mussel.

In order to propagate the species that are endangered, we sought to

develop viable techniques for obtaining juveniles in the laboratory by artificial

cultivation (in vitro) of gloquídios.

Through the methodology used was obtained juveniles over 30 days of

the species D. expansus, D. rotundus gratus and D. martensi. Beyond this

result, this study developed a new medium for the glochidias larvae, based on

an extract of dried fish.

PRÓLOGO

Os Bivalvia, atualmente sob o grupo Diassoma, são moluscos sem uma

região cefálica definida, com um pé simples aderido à massa visceral, um par

de brânquias, e cada indivíduo apresenta duas valvas, compostas por

carbonato de cálcio, ao redor do corpo. A classe inclui cerca de 20.000

espécies vivas encontradas em ambientes marinhos e de água doce que, em

sua maioria, possuem alimentação micrófaga ou suspensívora (Brusca e

Brusca, 2007).

Apesar de existirem algumas incongruências entre os esquemas de

classificação dos Bivalvia, a maioria dos arranjos é consistente com o táxon,

dividido em dois subtáxons: Protobranchia e Autobranchia (=Isofilibranchia +

Pteriomorpha + Anomalodesmata + Heterodonta + Palaeoheterodonta). Os

Palaeoheterodonta atuais contemplam apenas uma ordem marinha,

Trigonioida, e a ordem Unionoida (Giribet e Wheeler, 2002; Graf e Cummings,

2006). A divisão entre os Autobranchia e a inclusão dos Unionoida entre os

Palaeoheterodonta foi baseada, tradicionalmente, sobre a morfologia da

charneira (Thiele, 1934), escultura umbonal (Modell, 1964), e morfologia do

ctenídio (Newell, 1969).

Entre os Palaeoheterodonta existe um táxon muito peculiar, os bivalves

límnicos, ou náiades da ordem Unionoida, representando a maior radiação dos

bivalves na água doce. Esta assembléia diversa está dividida em seis famílias,

181 gêneros e 800 espécies (Graf e Cummings, 2006). Estas famílias são

encontradas em todos os continentes, com exceção da Antártida (Haas, 1969),

apesar de ter sido encontrado um fóssil paleozóico de bivalve límnico neste

continente (Anthracosioidea) (Bradshaw, 1984); e atualmente, representam o

grupo de animais de água doce em maior risco de extinção (Bogan, 2008).

Esta radiação é única na classe Bivalvia, formando um táxon

provavelmente monofilético, suportado pela restrição à água doce,

ovoviviparidade, e um estágio larval parasita que deve infestar um hospedeiro

apropriado, normalmente um peixe, para completar sua metamorfose (Boss,

1982; Kat, 1984; Schneider, 2001; Wachtler et al., 2001). Existem exceções,

tanto na incubação, com o gênero Rhipidodonta apresentando uma larva com

desenvolvimento direto (Bonetto, 1962), como no parasitismo, com a espécie

Lampsilis cardium parasitando uma espécie de salamandra (Watters e O´dee,

1998).

Baseado em várias escolas de taxonomia malacológica (Simpson, 1900,

1914; Ortmann, 1910, 1911, 1912, 1921; Frierson, 1927; Modell, 1942;

Morrison, 1956, 1973; McMichael e Hiscock, 1958; Pain e Woodward, 1961;

Parodiz e Bonetto, 1963; Haas, 1969; Heard e Guckert, 1971; Davis e Fuller,

1981; Boss, 1982; Korniushin, 1998) podemos afirmar que os Unionoida estão

representados por seis famílias: Margaritiferidae, Unionidae, Hyriidae,

Iridinidae, Mycetopodidae, e Etheriidae.

Segundo Parodiz e Bonetto (1963), as primeiras três destas famílias são

reunidas sob a superfamília Unionoidea, e as últimas três pertencem à

superfamília Etherioidea. Estas superfamílias foram agrupadas somente pelo

tipo de larva que apresentam: os Unionoidea apresentam uma larva tipo

gloquídio e a os Etherioidea apresentam larva tipo lasídio (Parodiz e Bonetto,

1963; Boss, 1982; Wachtler et al., 2001).

Graf (2000) testou a monofilia dos Etherioidea sensu Parodiz e Bonetto

(1963) incluindo os Hyriidae entre os Unionoida, codificando 38 caracteres da

concha e anatomia das partes moles o que possibilitou inferir que o táxon

Unionoidea não é monofilético e que o grupo dos Hyriidae é parte de um táxon

natural quando incluído entre os Etherioidea. Graf e O’Foighil (2000)

hipotetizaram uma filogenia semelhante utilizando análises moleculares.

Portanto, Etherioidea sensu Graf (2000) e Graf e O’Foighil (2000) [= (Hyriidae +

(Iridinidae + Etheriidae))] é sinonímia de Mutelidae de Ortmann (1912, 1921),

Thiele (1934) e McMichael e Hiscock (1958).

Como reforço adicional desta separação existe a zoogeografia destes

dois táxons, com os Unionoidea no hemisfério norte, e os Etherioidea

apresentando uma distribuição Gondwânica (Ortmann, 1921; Graf, 2000).

A primeira aparição das náiades ocorreu no Triássico (Carniano /

Rhaetiano) e Neógeno (Mioceno / Plioceno), após a extinção em massa no fim

do Permiano (Graf, 2007). Em contrapartida, quase todas as outras famílias de

bivalves que se originaram no Cretáceo (Aptiano / Cenomaniano) e Paleógeno

(Daniano / Thanetiano) eram marinhas (Newell, 1969). Isto parece coincidir

com o ciclo Wilson correspondendo à agregação (com formação de ambientes

fluviais e lacustres de água doce) e separação continental (com formação de

mares e oceanos jovens de água salgada). Ou seja, a agregação continental

tende a produzir faunas de água salobra/doce, e a separação de continentes

pode causar evolução da fauna marinha (Kondo e Sano, 2009).

As pesquisas sobre os bivalves límnicos revelaram alguns padrões

macroevolucionários. Os Unioniformes são um grupo cosmopolita, antigo e

estritamente continental. Dado que estes padrões são acurados e que a

separação geográfica contribui para a diversificação dos organismos (Mayr,

1963), será esperado que a biogeografia, a evolução dos caracteres, assim

como a filogenia dos bivalves de água doce deve refletir a evolução das

massas continentais durante o Mesozóico e Cenozóico.

Parodiz (1969) fez uma excelente revisão sobre a malacofauna terrestre

fóssil da América do Sul, fornecendo uma lista de espécies para várias

localidades, e resumindo a natureza dos registros geológicos de cada parte do

continente. O registro fóssil descrito por Parodiz suporta a divisão de Pilsbry

(1911) da fauna em três grupos: as espécies autóctones, as espécies que

entraram a partir da América do Norte no Cretáceo tardio, e as formas antigas

com distribuição global e de origem incerta (ex, Sphaeriidae).

A maioria dos fósseis recentes das áreas brasileiras apresenta

afinidades com grupos africanos ou do Velho Mundo, e aqueles encontrados

nas localidades austrais são de origem norte americana (Parodiz, 1982).

A interpretação destas introduções recentes não oferece problemas,

porém a dualidade da origem de vários registros paleocênicos mostra uma

aparente homogeneidade, característica da fauna Neotropical, devido ao

completo isolamento da América do Sul durante quase todo o Terciário (Haas,

1969; Parodiz, 1982). A comunicação com a América do Norte foi

descontinuada imediatamente após o início do Paleoceno, e não foi

restabelecida até o final do Plioceno, por uma nova conexão através da

América Central com o soerguimento do Istmo do Panamá (Rosen, 1978).

Durante a maioria do Eógeno (Oligoceno inferior) o escudo cristalino da

América do Sul (chamado de Brasília por Ihering, 1890) estava separado das

terras ao sul (região Patagônica) por um curso de mar conectando o

recentemente formado Oceano Atlântico com o que foi depois o Pacífico leste

(Fitzgerald, 2002). A linha divisória do mar corria obliquamente no sentido

noroeste a sudeste, desde o sul do Peru para baixo até a área conhecida como

Pampas, e segundo Parodiz (1982), é em parte coincidente com a divisão

fisiográfica atual do continente entre a zona tropical e a temperada. Esta massa

austral de terra foi chamada por Ihering (1890) de Archiplata. A cicatriz ou

sutura entre Brasília e Archiplata é visível na estrutura geológica da região

entre os rios Colorado e Negro ao norte da Patagônia (Visconti et al., 2003). A

maioria das localidades paleocênicas onde os fósseis dos bivalves de água

doce são encontrados estão nas formações ao longo do cordão Archiplata, mas

completamente ausentes no lado oposto, a costa sul da Brasília oriental

(Parodiz, 1982).

Portanto, a malacofauna que se desenvolveu em Brasilia e Archiplata,

não é apenas diferente em sua composição, mas também em sua origem. A

maioria das espécies da Archiplata no Paleoceno, conhecida desde a

Patagônia até o oeste da Bolívia, apresenta afinidades, e em alguns casos são

do mesmo gênero que àquelas conhecidas na América do Norte, do período

pré-Triássico. O grupo mais surpreendente são os Hyriidae, aparecendo,

primeiramente no Triássico na Pensilvânia e embora tenha se tornado extinto

nesta região reaparece repentinamente no Paleoceno na Patagônia (Parodiz e

Bonetto, 1963; Parodiz, 1982).

Na América do Sul, à parte da grande Bacia Amazônica, com suas

principais origens no oeste, e a drenagem do rio Orinoco, na Venezuela, ambas

apresentando restrições distribucionais peculiares das espécies, os principais

sistemas hidrográficos da parte centro-leste do continente são o rio São

Francisco, com suas nascentes no platô de Minas Gerais, e o sistema Paraná -

La Plata, com seus vários tributários correndo ao sul (Parodiz, 1982).

Figueiredo et al. (2009), utilizando novos dados bioestratigráficos,

concluíram que o rio Amazonas tornou-se um rio transcontinental cerca de 11

milhões de anos atrás e alcançou sua forma e tamanho atual durante o

Plioceno tardio. Antes do Mioceno tardio existia uma plataforma continental que

conduzia o curso dos rios para o Pacífico.

Os rios Paraná e São Francisco apresentam vários elementos em

comum em seus inícios, porém a abundância e diferenciação dos gêneros e

espécies aumentam enormemente em direção ao Uruguai e o rio La Plata. As

famílias Hyriidae e Mycetopodidae não apresentam nenhum registro fóssil de

qualquer idade na região dos Pampas e a seção média inferior do rio Paraná

contém apenas alguns poucos fósseis holocênicos (Parodiz, 1982). O sistema

Paraná – Paraguai – Uruguai - La Plata não existia antes do final do

Pleistoceno. E cerca de 11.000 anos atrás ocorreu uma grande falha,

correlacionada com a terceira fase da orogenia dos Andes. A margem oeste

ficou vários metros mais baixa que o lado leste. Uma breve ingressão do mar

foi seguida imediatamente pelos efluentes das correntes vindas do norte,

através da depressão, formando um novo sistema de drenagem e, portanto o

novo estuário (Martinez e Del Rio, 2002). Segundo Parodiz (1982), a fauna

límnica introduzida nesta nova bacia sofreu uma rápida especiação. E segundo

o mesmo autor, na família Hyriidae, várias espécies reconhecidas

taxonomicamente apresentariam uma afinidade filogenética, devido ao seu

ancestral comum recente, formando grupos equivalentes a superespécies. A

hibridização, em tais casos, não só é possível como ocorre na realidade

(Parodiz, 1973).

A invasão das espécies do norte, no sistema inferior do rio La Plata,

provavelmente ocorreu recentemente, através da conexão dos tributários do rio

Paraguai superior com os do rio Amazonas. Nenhuma espécie de

Mycetopodidae é conhecida a oeste dos Andes, no Peru e Chile, uma área que

é ocupada pelos Hyriidae do gênero Diplodon (Parodiz e Bonetto, 1963).

Os mais antigos Diplodon conhecidos estão representados por várias

espécies do Triássico na Pensilvânia e Texas. Na América do Sul os registros

da família Hyriidae surgem no Oligoceno na Colômbia e especialmente no

Mioceno no Equador (Parodiz, 1982). Outro grupo fóssil é encontrado no

Paleoceno e Eoceno na América do Sul (sul da Argentina e Chile). Todos

esses fósseis são geralmente menores que a maioria das espécies recentes,

exceto pelas formas chilenas do Eoceno, que diferem muito pouco da espécie

atual Diplodon patagonicus. Também são conhecidos outros fósseis de

Diplodon do início do Terciário desde a Colômbia até o sul da Argentina

(Parodiz e Bonetto, 1963).

Martinez et al. (1993) descrevem Tacuaremboia, um Unionoidea na

Formação Tacuarembó, no Uruguai, em depósitos de idade Triássico-

Jurássico. Morton e Herbst (2001) descrevem Diplodon na Formação La

Matilde, do Jurássico Médio, na província de Santa Cruz na Argentina.

Wesselingh et al. (2006) citam a ocorrência de Castalia ambigua, Callonaia sp

e D. longulus nos rios Purus e Acre, Estado do Acre, Brasil, na Formação

Solimões, do Mioceno tardio.

A comparação da distribuição das espécies de Hyriidae recentes e do

Terciário mostra que a expansão ocorreu de oeste para leste (as formas mais

antigas distribuídas ao longo dos Andes) e posteriormente, especialmente, do

sudoeste ao nordeste entre o norte da Patagônia e os rios do sistema Paraná

(Bonetto, 1960a, 1961c; Bonetto et al., 1962; Parodiz, 1982).

Os rios que atravessam a região dos Pampas, tributários do Paraná,

apresentam uma maior concentração de sais que os tributários do leste, e de

acordo com Bonetto (1961c) e Parodiz e Bonetto (1963), este é um fator que

teria restringido a dispersão dos Hyriidae.

A superfamília Unionoidea (= Unionidae + Margaritiferidae) é diversa

(686 sp) e está distribuída amplamente através do hemisfério norte; a

superfamília Etherioidea (= Hyriidae + Etheriidae + Mycetopodidae + Iridinidae)

é relativamente menos especiada (154 sp), e a diversidade das famílias dos

Etheriidae está geralmente particionada entre os continentes ao sul (Bogan,

2008).

O grupo irmão dos Unionidae, a família Margaritiferidae, compartilha

uma distribuição Holártica similar, porém com uma diversidade

significantemente menor (12 sp).

A assembléia de bivalves de água doce da região Afrotropical (85 sp)

está composta por três famílias. Existem duas famílias dominantes, os

Unionidae (41 sp) e os Iridinidae (43 sp), e uma única espécie amplamente

distribuída dos Etheriidae, Etheria elliptica (Graf e Cummings, 2007).

A região Indotropical é a segunda com maior diversidade, com 219

espécies de bivalves límnicos em três famílias. Apenas uma destas espécies,

Pseudomulleria dalyi na Índia, representa os Etherioidea (Bogan e Hoeh, 2000;

Graf e Cummings, 2006). O restante das espécies Indotropicais representam

os Unionoidea e o hemisfério norte.

A maior família dos Etheriidae, os Hyriidae (71 sp) é conhecida

atualmente apenas na Australásia e América do Sul (McMichael e Hiscock,

1958; Simone, 2006; Graf, 2007). Os Mycetopodidae (36 sp) e seu grupo irmão

Iridinidae (43 sp) são conhecidos na região Neotropical e Afrotropical,

respectivamente.

Estima-se em 43 espécies de unionídeos na região da Australásia. A

diversidade nesta região é dominada pelos Hyriidae com oito gêneros e 28

espécies (Bogan, 2008). Os Hyriidae estão restritos à Austrália, Tasmânia,

Nova Zelândia, Nova Guiné e Ilhas Solomon.

A fauna de bivalves límnicos sulamericanos é de origem Gondwânica

(Graf, 2000), representando três famílias endêmicas aos fragmentos do super

continente acima citado. Em geral, são reconhecidas 74 espécies da América

do Sul (Haas, 1969; Simone, 2006), As duas famílias dominantes são os

Mycetopodidae (32 sp) e os Hyriidae (40 sp), cada um provavelmente

representando uma radiação monofilética a partir de um ancestral Gondwânico

(Graf, 2007).

Autores mais antigos (Say, 1817; Rafinesque, 1820; Hupe, 1857; Adams

e Adams, 1858; Pilsbry, 1911) classificaram as formas sulamericanas das

náiades junto com os antigos gêneros coletivos, Unio e Anodonta. E a esse

grupo juntavam Monocondylaea, Hyria e Castalia.

Ihering (1890) reconheceu que existem diferenças entre os espécimes

do hemisfério norte e sul sob a sinonímia de Anodonta, e que este último grupo

compartilhava características com os espécimes africanos (Mutela e Spatha). E

o denomina Glabaris Gray = Anodontites Bruguière. Porém o autor deixou as

outras formas sob a denominação de Unio.

Simpson (1900) separa o grupo Unio, que agrupava todas as espécies

de unionídeos das Américas e utiliza o nome Diplodon Spix para os espécimes

do hemisfério sul, e os une com as náiades australianas.

Ortmann (1911) corroborou com a hipótese de Simpson (1900)

indicando diferenças anatômicas entre Diplodon (assim como Hyria e Castalia)

e os Unionidae do hemisfério norte associando-os a Glabaris, formando assim

a família Mutelidae (=Etherioidea), subdividida em duas subfamílias, Hyriinae e

Mutelinae.

O grupo mais primitivo, Hyriinae, é encontrado em toda América do Sul,

tornando-se mais raro na região norte (Colômbia e Venezuela), não sendo

encontrado na América Central, porém sendo encontrado na Austrália também

(Ortmann, 1921).

Parodiz e Bonetto (1963) descrevem que, na América do Sul, as famílias

Hyriidae e Mycetopodidae ocupam áreas sobrepostas, apesar de nas zonas

marginais existirem apenas um grupo ou outro. Os Mycetopodidae são mais

restritos em sua distribuição austral, ocupando áreas ao norte, leste e

periféricas da região dos Pampas, e alguns tributários que cruzam esta região

e deságuam no rio Paraná. Nos afluentes do lado esquerdo do rio Paraná, os

Mycetopodidae apresentam um maior desenvolvimento que os Hyriidae. Na

direção noroeste eles se distribuem até a América Central e México, onde os

Hyriidae estão ausentes (Bonetto, 1961c).

Os Mycetopodidae, composto por quatro subfamílias endêmicas

(Mycetopodinae, Monocondylaeinae, Leilinae, Anodontitinae), foram

recentemente hipotetizados como sendo grupo irmão dos Iridinidae afro

tropicais (Bogan e Hoeh, 2000; Graf e Cummings, 2006). E as tribos endêmicas

dos Hyriinae, Prisondontini, Diplodontini, e Castaliini formariam um clado irmão

de Hyridellini, da Australásia, formando a família Hyriidae (Graf e O’Foighil,

2000). A distribuição atual da família Hyriidae, segundo Simone (2006) pode

ser observada no anexo A.

Simpson (1900, 1914) foi o primeiro a propor um sistema de

classificação para o gênero Diplodon, separando as formas arredondadas

(Cyclomya) das demais. Porém foi Ortmann (1921), através de estudos

anatômicos e de um grande número de exemplares de cada tipo, que

conseguiu separar o gênero em grupos, com características bem definidas.

Mas o mesmo autor em seu trabalho admite que existam formas transitórias

entre os grupos que são de difícil classificação.

Os autores Ortmann (1921), Bonetto (1960, 1961a, 1961b, 1962, 1964,

1965), Bonetto e Ezcurra (1963), Parodiz e Bonetto (1963) e Mansur (1973)

citam que, além das características das conchas, algumas particularidades da

morfologia das partes moles, posição do marsúpio e a descrição do gloquídio

seriam de grande utilidade para a identificação das espécies.

O manto é um órgão que reveste a massa visceral, e na maioria dos

moluscos cresce durante o desenvolvimento formando dobras (lobos) na borda

do manto, junto às conchas. O espaço entre o manto e a massa visceral é

denominado cavidade do manto ou palial. Os bivalves possuem uma grande

cavidade do manto, com o pé e a massa visceral no centro. Os lobos do manto

seguem a borda da concha lateralmente, originando posteriormente a abertura

inalante e exalante, através das quais a água entra e sai da cavidade do

manto.

São reconhecidas cinco categoriais de fusão do manto em sua porção

posterior, simplificado como Tipos I-V (Yonge, 1957) (figura 1).

O tipo I é a condição mais simples. Neste tipo o lobo posterior é não

fundido, e o diafragma separando a câmara infrabranquial da suprabranquial é

grosseiramente incompleto. A divisão da cavidade do manto é funcionalmente

alcançada via sulcos paliais (Ortmann, 1911).

No Tipo II não há fusão do manto entre as aberturas inalantes e

exalantes, mas os ctenídios são fundidos ao manto adjacente ao longo de seu

comprimento, formando um diafragma levemente incompleto. As pregas

internas do manto são fundidas por uma pequena extensão, dorsal a abertura

exalante, e então re-abre para formar uma terceira abertura, a abertura supra-

anal.

No tipo III as pregas internas do manto são fundidas entre as aberturas

inalantes e exalantes. Enquanto que no Tipo IV, além da fusão entre as

aberturas, também existe uma fusão das pregas internas do manto dorsal da

abertura exalante, frequentemente formando um sifão exalante. A principal

distinção entre os tipos III e IV é que, no primeiro, as pregas internas não são

unidas independentemente das pregas externas do manto acima da abertura

exalante. Em certos gêneros com a fusão palial do tipo IV, há frequentemente

uma pequena associação das pregas ventrais internas com a abertura inalante.

A presença desses pequenos anexos parece variar com as espécies, porém

nunca está associado com o sinus palial.

O Tipo V é caracterizado por sifões inalante e exalante retráteis e um

sinus palial. A abrangência completa de morfologia de aberturas leva à

formação de sifões do Tipo A de Yonge (1957, 1982).

Figura 1. Diagrama das cinco categoriais de fusão do manto em sua porção

posterior. e, abertura exalante; i, abertura inalante; sa, abertura supranal.

Fonte: Mussel Project.

A água que entra na cavidade palial pelas aberturas e/ou sifões

inalantes, banha as brânquias, atinge a cavidade suprabranquial e sai pelas

aberturas e/ou sifões exalantes. Neste trajeto, o material em suspensão que

entra na cavidade palial é retido, ocorrem as trocas gasosas e os produtos de

excreção, defecação e sexuais são eliminados.

Os cílios dos ctenídios geram a corrente de água, e o aumento da

eficiência para a tomada de alimento foi alcançado através de várias

modificações dos ctenídios. A modificação principal foi a conversão das placas

pequenas e triangulares originais em filamentos em forma de V com extensões

em ambos os lados. A lamela deste filamento em forma de V que está aderida

ao eixo central do ctenídio é chamada de lamela descendente; a lamela

formando a outra metade do V é a lamela ascendente. Normalmente, a lamela

ascendente está conectada por contatos ciliares ou junções do tecido ao teto

do manto, ou à massa visceral. Tomados em conjunto, os dois filamentos em

forma de V formam uma estrutura em forma de W, quando observadas em uma

secção transversal.

Conforme a água passa através dos espaços interfilamentares, as

partículas em suspensão, presentes na água, são retidas na superfície dos

filamentos. Uma vez sobre a superfície, as partículas são movidas, geralmente,

em direção ao canal alimentar na borda livre do ctenídio, e depois

anteriormente para os palpos labiais. Os palpos selecionam o material,

passando-o para a boca. As partículas rejeitadas caem das brânquias ou

palpos na cavidade do manto como pseudofezes (Atkins, 1937).

O sistema natural das náiades expressa uma tendência de

desenvolvimento e especialização de três características anatômicas principais,

que por sua vez estão conectadas com certas funções. Estes são: a separação

de uma câmara branquial simples original em duas câmaras, infrabranquial e

suprabranquial, pelo diafragma; a restrição das aberturas inalante e exalante

para partes definidas da borda do manto, com uma tendência para formar

sifões; e o desenvolvimento das brânquias em órgãos para carregar os ovos e

larvas (marsúpio), e a especialização e adaptação das brânquias para esse

propósito (Ortmann, 1912, 1921).

No desenvolvimento do diafragma três tipos podem ser distinguidos. O

estado mais primitivo está representado por Margaritiferidae, onde o diafragma

está formado pelo crescimento conjunto da lamela ascendente da

demibrânquia interna em ambos os lados do corpo, e a fusão da lamela

ascendente da demibrânquia externa com o manto. Mas aqui o diafragma

ainda está incompleto, de forma que a extremidade posterior da lamela

ascendente da demibrânquia externa permanece livre, não se conectando com

o manto em sua margem posterior (figura 2A). Em todos os outros casos o

diafragma é completo, e se estende até ou próximo à margem posterior do

manto, onde ele separa a abertura inalante da exalante. São reconhecidos dois

tipos, Unionidae (América do Norte e Ásia) com o diafragma formado pelas

brânquias sozinhas, e Etherioidea (América do Sul e África) com o diafragma

formado anteriormente pelas brânquias, mas posteriormente pela união do

próprio manto.

As bordas do manto são originalmente livres em toda volta. Mas uma

tendência desenvolve-se para originar duas aberturas distintas, os sifões

(Yonge, 1957). A condição mais primitiva é encontrada em Margaritiferidae,

onde as duas aberturas são distinguidas apenas pelo desenvolvimento de

papilas.

Mas a tendência geral, entre os Unionidae, é não apenas juntar as

bordas do manto pelo diafragma, separando a abertura inalante e exalante.

Mas também limitar dorsalmente a abertura exalante, pela junção das bordas

do manto, formando uma abertura supranal, a qual apenas em casos raros

torna se fechada (figura 2B). A abertura inalante nos Unionidae nunca está

definida ventralmente por um crescimento conjunto das margens do manto

(Ortmann, 1911, 1912).

Na outra superfamília, Etherioidea, as duas aberturas estão sempre

separadas entre si por um diafragma completo, formado pelo manto (Ortmann,

1921). Em alguns casos as bordas do manto são livres do resto (ex.,

Anodontites) (figura 2C). Em outros casos a abertura exalante está definida

dorsalmente por uma junção das margens do manto (ex., Diplodon), mas neste

grupo uma abertura supranal nunca é formada (figura 2D). Além disso, foi

encontrado um passo a mais de desenvolvimento neste grupo, que consiste na

demarcação da abertura inalante, ventralmente, pelo crescimento conjunto das

bordas do manto (ex., Castalia) (figura 2E).

A formação do marsúpio apresenta uma variedade grande. É difícil dizer

qual está relacionada com a condição primitiva, mas segundo Ortmann (1911),

originalmente todas as quatro demibrânquias serviam como um receptáculo

para os ovos.

Fora desta condição original estruturas mais avançadas se

desenvolveram, as quais geralmente exibem a tendência de localizar o

marsúpio em certas brânquias ou partes das brânquias, e dividir o espaço

interlamelar em compartimentos (ovisacos e tubos aqüíferos). Nos diferentes

grupos este propósito foi alcançado de formas diferentes e em diferentes graus

(Ortmann, 1921).

Em Margaritiferidae as demibrânquias não possuem partições e,

aparentemente não são encontrados ovisacos e tubos aqüíferos.

Consequentemente são primitivas a este respeito.

Nos Unionidae mais primitivos (subfamília Unioninae), todas as quatro

demibrânquias ainda servem como marsúpio, e preservaram, portanto, a

condição original, ou somente a demibrânquia externa serve a esse propósito.

Ainda nestes, o espaço interlamelar é dividido por septos, em compartimentos

pouco regulares, dispostos verticalmente à borda das brânquias, e paralelos

aos filamentos branquiais. Os mesmos caracteres fundamentais, restrição do

marsúpio às demibrânquias externas e desenvolvimento de ovisacos e tubos

aqüíferos, são encontrados nos Unionidae mais altamente desenvolvidos

(subfamílias Anodontinae e Lampsilinae), mas nestes grupos as

especializações encontradas, podem estar principalmente ligadas a

adaptações a um período reprodutivo prolongado, e a uma peculiar maneira de

liberar os gloquídios (Graf e O’Foighil, 2000).

No grupo Afro-Sulamericano das náiades (Etherioidea), os bivalves

apresentam o marsúpio restrito às demibrânquias internas. Dois tipos principais

podem ser distinguidos entre eles, segundo sua diferenciação interna da

brânquia marsupial. Em um caso, a parte marsupial da demibrânquia interna

está um pouco restrita à porção mediana, e tubos aqüíferos intercomunicantes

bastante incompletos são formados por conexões interlamelares; no outro

caso, septos fortes e completos formam tubos aqüíferos isolados. Em nenhum

destes casos a estrutura da brânquia marsupial é idêntica àquela dos

Unionidae, apesar dos septos e tubos aqüíferos mostrarem alguma analogia.

Ortmann (1911) considera isso um caso de convergência da estrutura.

Os unioniformes norte americanos se diferenciam dos tipos Africanos e

Sul Americano, na junção anterior das demibrânquias internas e o formato dos

palpos. A diferença mais significativa entre Margaritiferidae e as demais formas

de unionídeos norte americanos está na conformação das aberturas inalante e

exalante. Na primeira, as aberturas inalante e exalante formam uma grande e

ininterrupta abertura (Ortmann, 1912).

Anatomicamente, os unioniformes da América do Norte estão

caracterizados por apresentar uma diminuição perceptível da largura da

demibrânquia interna em direção a sua extremidade anterior; esta está mais ou

menos à frente da extremidade anterior da demibrânquia externa, e está

aderida, em distâncias maiores ou menores, na porção ascendente da linha de

adesão do manto, mas está sempre separada distintamente da extremidade

posterior do palpo, geralmente por um intervalo considerável. O formato do

palpo não é um caráter tão bem marcado, mas eles são mais ou menos

falciformes, com a ponta unida posteriormente. A margem posterior dos dois

palpos pode ser mais ou menos conectada ou quase livre (figura 2B) (Ortmann,

1911, 1912).

As formas asiáticas se assemelham às norte-americanas no que diz

respeito às aberturas inalante e exalante, o diafragma, os palpos e

demibrânquias. A única diferença está na separação das aberturas anal e

supranal, que é um pouco mais longa, na junção da lamela ascendente da

demibrânquia interna com a massa visceral. Externamente, o principal caráter

conchologico são as esculturas radiais (Ortmann, 1911).

As náiades africanas se diferenciam dos bivalves de água doce da

América do Norte e Ásia pela junção da lamela ascendente da demibrânquia

interna com a porção ascendente da linha de adesão do manto, sendo aderido

ao longo de todo seu comprimento, fazendo contato entre sua extremidade

anterior com a extremidade posterior dos palpos (figura 2F) (Ortmann, 1912).

Os palpos são largos e curtos, com uma ponta bem insignificante atrás,

e não totalmente falciformes; suas margens posteriores não estão conectadas.

As aberturas inalante e exalante estão bem separadas por uma ponte,

formada pela união firme das bordas do manto, formando posteriormente um

diafragma, com as brânquias não alcançando a margem posterior do manto.

A abertura exalante é fechada acima pela união da borda interna do

manto sem deixar uma abertura supranal.

Os septos, dos bem desenvolvidos tubos aqüíferos, são afastados um

dos outros e fortes. Nas fêmeas apenas as demibrânquias internas são

utilizadas como marsúpio, os septos se alargando.

A B

C D

E F

Figura 2. Anatomia dos Unioniformes. A, Margaritifera margaritifera; B,

Fusconaia rubiginosa; C, Anodontites patagonicus; D, Diplodon trifidus; E,

Castalina nehringi; F, Spatha kamerunensis. ai, abertura inalante; ae, abertura

exalante; sa, abertura supranal; p, pé; o, demibrânquia externa; i,

demibrânquia interna; h, palpos; t, diafragma. Desenhos modificados de

Ortmann (1912b, 1921).

As náiades sul-americanas da subfamília Hyriinae, estão divididas pelas

características da concha, mas também pelas características da estrutura da

brânquia e marsúpio, em três tribos Prisodontini, Castaliini e Diplodontini,

incluindo oito gêneros (Ortmann, 1921; Bonetto, 1961a, 1964).

A tribo Prisodontini está caracterizada por uma concha subromboidal, bi-

alada ou não, porém sempre com uma grande expansão posterior. Escultura

umbonal radial bem forte, com coalescência conspícua das costelas verticais;

raramente a escultura pode ser não conspícua. Sulco posterior bem marcado.

A abertura inalante não está completamente fechada anteriormente, sendo

contínua com a abertura podal. Gloquídios triangulares (isósceles), com dentes

mais curtos e menos curvados que Diplodontini, terminando em 2-3 pontas

agudas. Gêneros Prisodon, Paxyodon e Triplodon.

A concha da tribo Castaliini é espessa, subquadrangular, com o umbo

elevado e a cavidade umbonal profunda. Escultura do umbo com

desenvolvimento variável, às vezes bastante obsoleta. Abertura inalante torna-

se perfeitamente fechada anteriormente, exibindo a tendência de formar um

sifão desenvolvido. Gloquídios subtriangulares (equilaterais ou isósceles), com

dentes triangulares, retos e curtos, largos em sua base, mas não divididos na

extremidade final, cirros agrupados em forma de tufos; sem filamento larval.

Gêneros Castalia, Castaliella e Callonaia.

A tribo Diplodontini é caracterizada por uma concha com formato regular,

não alada, e sempre com costelas radiais na região umbonal, porém com

crescimento variável. Um sulco posterior fracamente desenvolvido, com

exceção de algumas formas mais alongadas e mais agudas posteriormente

(ex., D. parallelipipedon ou D. parodizi). Abertura inalante similar a Prisodontini.

Seus gloquídios são subtriangulares (escaleno), com dentes em forma de S,

curvados e terminando em um par de espículas; apresentam um filamento

larval longo e com 2-4 cirros sensitivos. Espécies com desenvolvimento direto

não apresentam dentes ou ganchos na concha embrionária, mas uma, ou

várias, bandas de crescimento marcadas. Gêneros Diplodon e Rhipidodonta.

Na tribo Diplodontini as espécies apresentam uma variação individual e

ecológica extraordinária (Parodiz, 1982), frequentemente repetida ou mesclada

entre as numerosas populações locais, porém sem valor taxonômico (Ortmann,

1921; Mansur, 1972; Parodiz e Bonetto, 1963). Divisões subgenéricas foram

propostas baseadas somente em características transitórias das conchas. A

separação mais convincente está baseada primariamente na condição

parasítica ou não da larva; e em uma segunda etapa, grupos de espécies

podem ser reconhecidos por caracteres conquiliológicos. Apesar disto, às

vezes, apresentam sérias dificuldades de identificação devido às variações

intermediarias que os grupos apresentam.

INTRODUÇÃO

A biologia, ecologia, aspectos reprodutivos e sistemáticos dos bivalves

de água doce da superfamília Etherioidea, principalmente no estado de São

Paulo, são ainda escassos e em muitos aspectos desconhecidos. Assim,

podemos citar: anatomia comparada de Anodontites trapesialis e A. trapezeus

(Hebling, 1976), características anatômicas e sistemática de A. trapesialis

(Simone, 1994), anatomia funcional de D. rotundus gratus (Hebling e Penteado,

1974), Fossula fossiculifera (Avelar, 1993), Castalia undosa undosa (Avelar e

Santos, 1991), D. rhombeus fontainianus (Avelar e Cunha, 2009), ciclo

gametogênico de D. rotundus gratus (Avelar e Mendonça, 1998).

Quanto às formas larvais vários autores, entre eles; Ortmann (1921),

Bonetto (1959a, 1959b, 1960a, 1960b, 1961a, 1961b), Bonetto et al. (1962),

Mansur e Campos-Velho (1990), Mansur e Silva (1999) e Mansur e Campos-

Velho (2000), estudaram alguns aspectos da biologia, anatomia e ou merísticos

dos gloquídios, das espécies de Hyriidae Sul-Americanas.

Segundo Mansur (1970) os trabalhos de cunho sistemático foram feitos

com dados superficiais das conchas, originando um grande número de

sinonímias e citações de espécies para um mesmo sítio, quando de fato, são

variações ecológicas. Para Parodiz (1982), estas variações não existem, mas

se duas ou mais formas de uma simples espécie considerada habitar o mesmo

nicho ecológico, elas dificilmente poderão ser chamadas ecológicas. Uma visão

taxonômica conhecida das espécies na área permitiria o reconhecimento de

formas híbridas.

O gênero Diplodon é considerado por Bonetto e Ezcurra (1963) como

sendo o mais primitivo, sendo que não existe ainda, uma classificação

satisfatória para agrupar as espécies. A grande variabilidade na forma da

concha e diferentes tipos de ambientes que eles ocupam na grande extensão

da malha hidrográfica têm gerado discussões com relação ao número de

espécies e as sinonímias (Bonetto, 1951, 1961a, 1961b, 1961c; Mansur e

Anflor, 1981). Estudos de morfologia interna de estômago comparando

exemplares-tipo a exemplares identificados com base apenas nas

características conquiliológicas demonstram que o trabalho de determinação de

espécies do gênero Diplodon pode ser equivocado (Mansur e Anflor, 1981).

De acordo com Bonetto, (1961a, 1961b), além de conhecer

conquiliologia e caracteres morfológicos do adulto, o ideal para se estudar a

sistemática do gênero Diplodon é conhecer as características morfológicas dos

gloquídios, fase parasitária de espécies do gênero, que necessita de um

hospedeiro intermediário para completar o ciclo reprodutivo. Segundo o autor,

as características gloquidiais são sempre preservadas em qualquer que seja a

distribuição geográfica e o meio em que as espécies vivem.

As características gloquidiais ajudam na identificação e classificação

desse grupo de moluscos no qual indivíduos juvenis ou adultos frequentemente

não fornecem critérios diagnósticos interespecíficos (Mansur e Silva, 1999).

Outra forma de abordagem seria através de análises moleculares (Graf e

O´Foighil, 2000; Graf, 2002; Graf e Cummings, 2006).

Para o Estado de São Paulo, não existe ainda nenhuma contribuição no

sentido de estudar profundamente as formas larvais das espécies nativas. O

estudo dos gloquídios, a posição e estrutura do marsúpio são caracteres de

fácil distinção para muitas espécies (Bonetto, 1965).

Devido às inúmeras controvérsias taxonômicas envolvendo as espécies

do gênero Diplodon, cuja identificação está relacionada em grande parte as

características simples da concha, torna-se cada vez mais necessário agregar

conhecimentos da morfologia e da biologia dos bivalves de água doce,

justificando-se assim, o estudo para uma correta diagnose específica e para a

preservação das espécies deste grupo tão interessante e ao mesmo tempo tão

ameaçado de extinção.

O modo como os organismos se reproduzem e se dispersam podem

provocar profundos efeitos sobre a estrutura genética e o processo

demográfico das populações (Kat, 1984). Igualmente, a forma de reprodução e

dispersão pode desempenhar um papel importante na longevidade das

espécies, distribuição geográfica e taxa de especiação (Mayr, 1971; Kat, 1984;

Graf, 1997; Wachtler et al., 2001). Os bivalves límnicos da Ordem Unionoida

são os únicos membros da classe Bivalvia que são conhecidos por apresentar

um estágio larval parasita em seu ciclo de vida, o qual envolve uma relação

obrigatória com um hospedeiro vertebrado, normalmente um peixe, e uma larva

altamente modificada, o gloquídio ou lasídio. Este parasitismo é considerado

atípico, pois estes organismos apresentam apenas sua etapa larval parasita,

enquanto que os adultos são de vida livre (Kat, 1984; Wachtler et al., 2001).

Durante o período de desova, os machos maduros liberam grandes

quantidades de gametas na água. Para que ocorra a fertilização, estes

gametas devem passar pela abertura inalante de fêmeas, da mesma espécie,

sexualmente maduras. Os gametas masculinos vão através da abertura até a

câmara suprabranquial, onde são mantidos os óvulos. Os ovos fertilizados são

transferidos para as câmaras brânquias. Tal câmara forma um saco incubador

modificado, chamado marsúpio. Na formação do marsúpio, ambos ou apenas

um par de demibrânquias pode estar envolvido. Durante sua permanência no

marsúpio, os ovos fertilizados desenvolvem-se em embriões e metamorfoseiam

para uma forma larval (Mackie, 1984).

As larvas parasitárias podem ser de duas formas gerais. Enquanto

Unionoidea possui somente gloquídio, Etherioidea sensu Ortmann apresenta

tanto gloquídio como lasídio. Os gloquídios são pequenos (70-350 µm),

constituídos de um músculo adutor simples e células do manto fechados por

duas valvas calcárea ligadas por uma charneira (Arey, 1932). Eles se aderem

ao tecido hospedeiro fechando suas valvas sobre o epitélio exposto das

brânquias ou nadadeiras. O tecido hospedeiro encista a larva do molusco, e é

dentro deste cisto que o gloquídio se metamorfoseia em juvenil (Kat, 1984;

Graf, 1997). Os gloquídios geralmente pertencem a uma das duas variedades:

(1) subcircular a suboval e sem ganchos ou (2) subtriangular e com ganchos

(Coker et al., 1921; Hoggarth, 1999), embora exista variação dentro destes

tipos (Potamilus; Roe e Lydeard, 1998). Os gloquídios, também podem possuir

uma estrutura similar a um longo fio de bisso (Mansur, 1999; Wachtler et al.,

2001). Os lasídios também são pequenos (85-150 µm, sem incluir o bisso

larval), mas são larvas trilobadas com concha univalve e não calcificada. Assim

como nos gloquídios podem se apresentar sob duas formas: (1) tipo lasídio e

(2) tipo haustório (Bonetto e Ezcurra, 1963). Embora diferentes em sua

morfologia e tamanho, a distinção fundamental entre as duas variedades de

lasídio é que enquanto o primeiro adere ao hospedeiro através da formação de

cistos, o tipo haustório se adere por apêndices tubulares (Fryer, 1954, 1961;

Parodiz e Bonetto, 1963; Wächtler et al., 2001).

Os gloquídios podem ser liberados após algumas semanas, ou os

gloquídios maturos são mantidos no marsúpio por meses, dependendo da

espécie (Kat, 1984; Mackie, 1984).

A liberação dos gloquídios pode ocorrer de formas diferentes, o que

reflete os vários graus de adaptação envolvidos tanto na atração do peixe

hospedeiro como no aumento da probabilidade de aderir-se (Kat, 1984). Na

maioria das espécies, o gloquídio passa do marsúpio para o canal

suprabranquial, e é liberado através da abertura exalante. Quando liberado

desta forma, os gloquídios estão mais ou menos agrupados por uma capa de

muco, a qual ou se dissolve logo após a liberação ou mantêm os gloquídios

nos chamados conglutinados, que podem ser de várias formas e cores

(Ortmann, 1910; Arey, 1932; Graf, 1997; Pillow et al., 2008). Entre algumas

espécies de Lampsilinae, os gloquídios são liberados em massas irregulares

através de aberturas especiais na base do marsúpio, e são liberados através

da abertura inalante por uma rápida aducção das valvas (Ortmann, 1910; Graf,

2000).

Após sua liberação, os gloquídios devem entrar em contato com seus

hospedeiros, os peixes. E depois de um período de incubação, que é variável

segundo a espécie, os gloquídios sofrem uma metamorfose transformando-se

em juvenis de vida sedentária, similar ao modo de vida dos bivalves adultos.

A fauna de bivalves límnicos tem mostrado um declínio acentuado

durante o último século (Watters, 1996; Cosgrove e Hastie, 2001; Villella et al.,

2004; Christian et al., 2004; Bogan, 2008), o mesmo vem ocorrendo com a

fauna nativa do Brasil (Beasley et al., 2000; Beasley, 2001; Almeida, 2006). O

consenso é que a causa mais dramática do declínio e extinção dos bivalves

dulcícolas é a modificação e destruição do seu habitat. Isto pode ocorrer devido

aos efeitos das barragens, canalização, mudanças da profundidade da água

(dragagem dos rios), devido a mudanças no fluxo de água ou mudanças na

deposição de partículas finas (silte e areia). Estas modificações afetam não

apenas os bivalves, mas também os peixes que são utilizados durante a fase

parasítica dos bivalves límnicos. Como impactos adicionais existem a utilização

da água para a indústria e irrigação, a poluição; a criação de áreas

impermeabilizadas, sem percolamento, devido à urbanização e construção de

estradas (Bogan, 2008) e as mudanças climáticas globais (Hastie et al., 2003).

A introdução de animais aquáticos exóticos (não nativos) também

compõe um grande perigo para os moluscos de água doce nativos. As

espécies introduzidas se reproduzem rapidamente, competindo com os

moluscos nativos por alimento e espaço. Um exemplo bem conhecido é a

invasão dos rios e lagos da América do Norte pelo mexilhão zebra, Dreissena

polymorpha (Ricciardi et al., 1998), e a recente introdução, no Brasil, das

espécies Limnoperna fortunei (Mansur et al., 2003) e Corbicula fluminea

(Beasley et al., 2003).

Uma alternativa seria utilizar o cultivo destes moluscos para manter os

estoques naturais. A aquicultura pode auxiliar na preservação da

biodiversidade quando, como uma atividade econômica com êxito, ela puder

prover assistência local para a pressão nas espécies aquáticas comumente

exploradas (Secretariat of the Convention on Biological Diversity, 2004). Para

que a atividade da aqüicultura seja sustentável ela deve atender a alguns

requisitos básicos, tais como, sempre produzir mudanças não negativas nos

estoques de recursos naturais e na qualidade ambiental (Sachs, 1993; Assad e

Bursztyn, 2000).

Com esse propósito, alguns pesquisadores, na Europa e América do

Norte, iniciaram uma série de pesquisas com o intuito de reproduzir estes

bivalves de água doce e mantê-los em laboratório para posterior liberação no

meio ambiente (Young e Williams, 1984; Buddensiek, 1995; Gatenby et al.,

1997; Kirk e Layzer, 1997; O’Beirn et al., 1998; Tankersley e Butz, 1998;

Neves, 1999; Beck, 2001; Henley, 2002; Zimmerman e Neves, 2002; Mummert,

2006). Contudo, tais trabalhos implicam no conhecimento do peixe hospedeiro

para a obtenção das formas juvenis dos bivalves.

Ao contrário dos bivalves marinhos, as náiades necessitam, geralmente,

de um peixe hospedeiro com o propósito de completar seu ciclo de vida. Como

parasitas, uma parcela da sua nutrição é derivada do hospedeiro (Fisher e

Dimock, 2002), mas a maioria dos unionídeos não cresce durante o

encistamento (Lefevre e Curtis, 1912). A fixação dos gloquídios não causa

nenhum prejuízo aos peixes hospedeiros (Henley e Neves, 2001), entretanto,

se o parasitismo ocorrer em grandes quantidades pode levar o hospedeiro à

morte (Silva-Souza e Eiras, 2002).

Caso o gloquídio se fixe em um peixe hospedeiro compatível, o tecido

epitelial de células hospedeiras do peixe migra sobre a larva, encapsulando-a

em um cisto, dentro do qual ocorre o desenvolvimento e metamorfose da larva

em juvenil. A larva permanece encistada por dias a meses, dependendo da

espécie e da temperatura, e se transforma em indivíduos juvenis,

desenvolvendo uma cavidade pericárdica completa, trato digestivo, e um pé

musculoso. Quando a metamorfose está completa, o juvenil se desprende e

inicia uma vida sedentária independente, tornando-se suspensívoros

bentônicos (Arey, 1932; Young e Williams, 1984a; Mansur, 1999).

Os gloquídios que se fixam às espécies incompatíveis (não hospedeiras)

são destacados dentro de poucos dias após a fixação porque eles ou falham ao

ser encistados ou são subsequentemente desprendidos do hospedeiro antes

que a transformação se complete (Rogers-

Lowery et al., 2007).

Kirk e Layzer (1997) e Henley e Neves (2001) mostraram que existe uma

resposta imunológica do peixe ao encistamento do gloquídio. E que este,

quando não se adere à espécie hospedeira específica, não completa seu

desenvolvimento satisfatoriamente. Esta mesma resposta espécie-específica

entre as larvas de bivalves e seus peixes hospedeiros também foi encontrada

por outros autores, como Zale e Neves (1982), Young e Willians (1984b), Kat

(1984), Williams et al. (1993) e Wächtler et al. (2001).

A especificidade do hospedeiro, do ponto de vista imunológico, envolve

a adaptação dos gloquídios a sobreviver às respostas defensivas inatas do

peixe hospedeiro. Respostas imunes inatas são aquelas que não necessitam

uma exposição prévia do indivíduo hospedeiro aos antígenos parasita. Os

peixes também podem adquirir uma imunidade aos gloquídios via uma

resposta imune adaptativa, incluindo a produção de anticorpos. Entretanto, a

produção de anticorpos e a imunidade adaptativa desenvolvem-se lentamente

no peixe e aparentemente afetam os gloquídios geralmente depois de múltiplas

infestações (Meyers et al., 1980; Bauer e Vogel, 1987; Rogers e Dimock, 2003;

Dodd et al. 2005, 2006).

Uma resposta inata do hospedeiro é a encapsulação dos parasitas

fixados pelas células epiteliais, chamadas queratócitos (Arey, 1932; Rogers-

Lowery e Dimock, 2006). Esse processo é essencial para o êxito do

parasitismo pelos gloquídios, mas paradoxalmente, a encapsulação parece ser

uma resposta anti-ectoparasita e anti-ferida. Após a encapsulação, as defesas

celulares como os granulócitos e fagócitos são concentradas na cápsula e

podem matar os gloquídios incompatíveis. Os gloquídios incompatíveis também

são liberados quando a cápsula se degenera ou se desgruda como uma

pequena massa de tecido (Arey, 1932; Meyers et al., 1980; Waller e Mitchell,

1989).

As náiades exibem vários graus de especificidade de hospedeiros. A

proporção de gloquídios que sofre metamorfose com sucesso pode variar

bastante entre as espécies hospedeiras. A maioria das espécies de

unioniformes não é capaz de utilizar uma ampla variedade de espécies de

peixes. Em geral, poucas espécies bem relacionadas de hospedeiros, ou

populações dentro de espécies, irão suportar o desenvolvimento dos gloquídios

de várias espécies (Zale e Neves, 1982; Neves et al., 1985; Yeager e Neves,

1986).

Vários estudos foram feitos para identificar as espécies hospedeiras

específicas desses bivalves (Hoggarth, 1992; Watters e O’Dee, 1996; Haag e

Warren, 2003). Em contato com bons hospedeiros, 90% dos gloquídios fixados

podem metamorfosear-se com sucesso em juvenis, enquanto que apenas uma

pequena porção terá êxito em espécies hospedeiras marginais (Bigham, 2002;

Barnhart et al., 2008).

Durante o seu ciclo de desenvolvimento natural, a taxa de mortalidade

das larvas é muito alta devido à necessidade de encontrar um peixe

hospedeiro, predação, remoção para hábitat inapropriado pelas correntes,

doenças bacterianas e fungais durante parasitismo no peixe e finalmente

assentamento em sedimentos não apropriados para o bivalve juvenil. Young e

Williams (1984a), na Escócia, estimaram em acima de 99% a mortalidade de

larvas gloquídias, na natureza, do bivalve perlífero Margaritifera margaritifera

entre a incubação na fêmea e encistamento no peixe e entre desprendimento

do peixe e assentamento no fundo do rio.

Esta característica do ciclo de vida é um componente principal de

qualquer plano de conservação dos bivalves límnicos, mas os peixes

hospedeiros de várias espécies não são conhecidos ou não foram totalmente

investigados (Zale e Neves, 1982; Watters, 1996; Watters e O’Dee, 1998).

Uma forma de contornar o problema encontrado seria o cultivo artificial

(in vitro) das larvas dos bivalves límnicos (Lefevre e Curtis, 1912; Isom e

Hudson, 1982; Hudson e Isom, 1984; Young e Williams, 1984b; Keller e Zam,

1990; Hudson e Shelbourne, 1990; Uthaiwan et al., 2001, 2002, 2003). O

cultivo artificial de bivalves de água doce tem sido pouco explorado nas últimas

duas décadas. Os poucos estudos que foram feitos não obtiveram êxito ou são

proibitivos do ponto de vista de metodologia e consumo de tempo (Isom e

Hudson, 1982; Keller e Zam, 1990). O grau de sucesso obtido, atualmente,

indica que a produção de quantidades suficientes de indivíduos viáveis para a

preservação e uma exploração comercial, em potencial, é possível (Uthaiwan

et al., 2001, 2002, 2003).

Apesar das pesquisas com meios artificiais terem iniciado com a mistura

de componentes a partir da concentração de componentes encontrados no

plasma do peixe como guia; Isom e Hudson (1982) também reportaram êxito

utilizando meios de culturas celulares disponíveis comercialmente (Eagles e

meio M 199), meios estes que contem praticamente todos os aminoácidos em

concentrações tão altas ou até maiores que aquelas encontradas no plasma do

peixe.

Heard e Hendrix (1964) constataram que o fechamento da valva em três

espécies de Lampsilinae era afetado pelo sangue e por aminoácidos de várias

espécies de peixes. Young e Williams (1984b) observaram que o movimento de

abertura e fechamento das valvas dos gloquídios de M. margaritifera

aumentava consideravelmente quando estes eram postos em contato com o

muco, sangue, brânquias ou tecido das nadadeiras do seu hospedeiro, a truta

marrom, Salmo trutta. O meio original foi elaborado a partir de uma solução de

Ringer para Unionídeos com os aminoácidos essenciais e não-essenciais de

Eagles contendo NaHCO

para o controle do pH, vitaminas, antibióticos, e

glicose como a porção artificial, e o plasma do peixe como fonte natural de

proteína, em uma relação final de dois terços de meio artificial para um terço de

plasma (Isom e Hudson, 1982). Outras formulações foram testadas por Hudson

e Shelbourne (1990) em um esforço para melhorar os resultados em mais

espécies de bivalves, resultando em uma comparação de 64 combinações de

diferentes meios. Keller e Zam (1990) reportaram a transformação de

gloquídios em juvenis em um meio de cultura in vitro que incluía apenas soro.

Hudson e Shelbourne (1990) mostraram que a taxa de transformação para os

gloquídios aumentou com a inclusão do plasma do peixe. Hudson e Isom

(1984) relataram a importância de adicionar plasma de peixe a um meio

artificial, assim como demonstraram que a transformação dos gloquídios

poderia ocorrer em um meio artificial com o plasma de espécies de peixes não

confirmadas como hospedeira. Uthaiwan et al. (2001, 2002, 2003)

desenvolveram uma técnica simples de cultura de gloquídios em meio artificial,

que resultou em uma alta taxa de metamorfose, trabalhando com Hyriopsis

myersiana. Resultados semelhantes foram obtidos com a espécie européia

Anodonta cygnea, que apresentaram uma sobrevivência larval de 34,3%,

enquanto que a proporção de larvas que sofreram metamorfose foi de 60,8%

(Lima et al., 2006).

O trabalho de Tankersley (2000) indica que os níveis de lipídios nos

gloquídios e juvenis variam conforme cada pool de reprodutores, sendo,

portanto, influenciado pelo estado nutricional parental. Além disso, ele indica

que o tipo do meio de cultura utilizado no cultivo in vitro influencia o conteúdo

lipídico dos gloquídios e subseqüentes juvenis. Em Utterbackia imbecillis,

Fisher e Dimock (2006) encontraram que as larvas aderidas ao peixe

hospedeiro acumularam lipídios e glicogênio nas células do manto larval,

enquanto que as larvas cultivadas in vitro não apresentaram este acúmulo.

Os projetos de recuperação para as espécies de bivalves em perigo

recomendam a propagação e a reintrodução como forma de conservar as

populações (Mummert, 2006). Devido à complexidade do ciclo de vida das

náiades, o cultivo artificial (in vitro) poderia oferecer meios de contornar os

obstáculos presentes no ciclo de vida natural desses animais, contribuindo

desta forma para a manutenção da biodiversidade nos ambientes límnicos.

OBJETIVOS

No Brasil, a fauna de bivalves indígenas vem sofrendo, atualmente,

impactos antropogênicos e competições interespecíficas devido à invasão das

espécies exóticas, Corbicula fluminea e Limnoperna fortunei. Tais bivalves, de

origem asiática, competem tanto pelo habitat como pelo alimento. Além disso,

seus mecanismos reprodutivos, que não envolvem uma espécie hospedeira e

são contínuos ao longo do ano, favorecem as espécies invasoras em

detrimento das nativas.

Com a finalidade de propagar as espécies que estão em perigo de

extinção, pretendeu-se desenvolver técnicas viáveis para a obtenção de formas

juvenis em laboratório, através do cultivo artificial (in vitro) dos gloquídios,

denominação das formas larvais, do gênero Diplodon. Concluída esta etapa,

forneceremos à comunidade científica parâmetros para futuras pesquisas

voltadas para ações preservacionistas, em uma tentativa de reconstituir a fauna

de bivalves característica de cada uma das bacias hidrográficas.

Para alcançar o objetivo de realizar a reprodução in vitro das náiades do

gênero Diplodon, foram levantadas as seguintes hipóteses:

1) H

: a manutenção dos bivalves adultos do gênero Diplodon em

laboratório não interfere na liberação das larvas gloquidiais.

2) H

: a viabilidade dos gloquídios, em laboratório, antes do processo de

encistamento no peixe hospedeiro é maior se o muco for removido.

3) H

: existe uma especificidade entre a espécie de bivalve e o hospedeiro.

4) H

: os gloquídios sofrem metamorfose quando incubados em meio

artificial, assim como quando colocados artificialmente na presença dos

peixes hospedeiros.

5) H

: a substituição da fonte protéica do meio de cultura artificial, plasma

de peixe por extrato liofilizado de peixe, fornece um meio adequado para

que ocorra o desenvolvimento e metamorfose dos gloquídios.

6) H

: é possível cultivar os juvenis do gênero Diplodon obtidos através do

cultivo in vitro dos gloquídios.

MATERIAIS E MÉTODOS

1. Fases da Pesquisa

A figura 3 ilustra as etapas da pesquisa. A primeira fase, a definição do

local de coleta, consistiu de várias coletas preliminares nos rios próximos a

Ribeirão Preto, com o objetivo de identificar uma população de bivalves que

fosse de fácil acesso e de bom tamanho. Após a definição do local de estudo

passou-se a realizar um levantamento bibliográfico sobre a região, assim como

sobre as citações sobre a ocorrência das espécies do gênero Diplodon.

A partir deste ponto, durante a segunda fase, a pesquisa apresentou

duas vertentes: uma priorizando a identificação dos espécimes adultos, e outra

voltada para a propagação das espécies em laboratório.

Para a identificação dos exemplares coletados foram buscados os

trabalhos com as descrições originais das espécies, criando-se, desta forma,

um banco de dados com a literatura consultada, porém nem sempre citada.

Devido à falta de informação sobre o grupo de estudo, tanto bio-

ecológica como para o manejo destes bivalves em laboratório, na América do

Sul, foi necessário desenvolver um protocolo com novas metodologias para

lograr o êxito na reprodução deste grupo sob condições artificiais. Com esta

informação em mente, a metodologia foi sistematizada de uma forma

cronológica. Nem todas as variáveis testadas puderam ser aplicadas

simultaneamente. Com a finalidade de obter um protocolo, sempre o

tratamento que resultava em maior êxito, e que fornecia a melhor sobrevivência

dos semaforontes, era mantido. Não sendo assim possível verificar as

interações entre as variáveis simultaneamente.

Em uma última etapa, foram gerados os resultados, representados por

gráficos, tabelas e imagens, bem como a interpretação dos mesmos, com a

finalidade de agregar um pouco mais de conhecimento sobre a fauna de

bivalves límnicos da família Hyriidae do Estado de São Paulo.

Fase 1

COLETAS PRELIMINARES

SELEÇÃO ÁREA DE COLETA

LEVANTAMENTO BIBLIOGRÁFICO

IDENTIFICAÇÃO

PESQUISA BIBLIOGRÁFICA

CONQUILIOLOGIA

ANATOMIA

PROPAGAÇÃO

CULTIVO

CULTIVO JUVENIS

IN VIVO

IN VITRO

Fase 2

RESULTADOS

CONCLUSÕES

Fase 3

Figura 3. Fases da pesquisa e etapas do trabalho.

2. Coleta

Com o objetivo de localizar uma comunidade de bivalves estabelecida foi

realizada uma série de coletas preliminares nos rios Mogi Guaçu, Pardo e

Sapucaí, em um reservatório e em um lago. As coordenadas dos pontos de

coleta estão listadas na tabela 1.

Tabela 1. Localidades e coordenadas onde foram realizadas as coletas dos bivalves.

LOCALIDADE

MUNICÍPIO

COORDENADAS

rio Mogi Guaçu

Pirassununga

21º55’14,4” S e 47º23’05,1” W

21º55’39,1” S e 47º22’44,0” W

21º55’41,3” S e 47º22’31,3” W

21º55’41,3” S e 47º22’22,1” W

Luiz Antonio 21º36’45,2” S e 47º49’09,6” W

Porto Ferreira

21º50’36,1” S e 47º29’44,5” W

21º49’62,1” S e 47º30’06,1” W

córrego Beija Flor Luiz Antonio

21º36’54,1” S e 47º48’52,4” W

21º36’50,1” S e 47º49’01,2” W

rio Pardo

Serrana 21º10’44,9” S e 47º34’30,5” W

Jardinópolis 21º04’02,4” S e 47º49’27,2” W

Ribeirão Preto 21º07’ S e 47º45’ W

rio Sapucaí São Joaquim da Barra 20º31’34,8” S e 47º49’42,9” W

Reservatório Galo Bravo

Ribeirão Preto

21º07’06,9” S e 47º49’32,1” W

Lago Monte Alegre (USP) 21º11’ S e 47º43’ W

As coletas foram realizadas com permissão concedida pelo Instituto Brasileiro

do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis – IBAMA (# 10207/2007).

Dos pontos amostrados foi escolhido como local de estudo o rio Mogi

Guaçu, no município de Porto Ferreira, estado de São Paulo, Brasil.

No local de coleta foram realizadas as medidas dos fatores abióticos:

condutividade da água com auxílio de um Condutivímetro – YSI Model 30

Handheld Salinity, Conductivity e Temperature System; Oxigênio dissolvido e

Temperatura com o auxílio de um oxímetro YSI Model 52 D.O. Meter; e

turbidez com auxílio de um Turbidímetro portátil modelo 2100P. Os dados

sobre a vazão do rio Mogi Guaçu, no ponto de coleta, foram extraídos do banco

de dados da Agência Nacional das Águas (ANA).

Os bivalves foram coletados tateando o fundo do rio com as mãos e pés,

e quando necessário com auxílio de equipamento de mergulho uma vez que,

vivem enterrados no sedimento e existe uma grande variação da coluna de

água do rio principalmente nas épocas de intensa precipitação.

Os espécimes coletados foram acondicionados, individualmente, em

frascos com boca larga de 200 ml, colocados em uma caixa térmica com gelo e

transportados para o Laboratório de Malacologia, do Departamento de Biologia

da FFCLRP-USP (figura 4), onde foram mantidos vivos, individualmente, em

aquários a uma temperatura constante. Em um primeiro momento, devido a

falta de equipamento apropriado para a aclimatação dos animais, a

temperatura variou entre 22 ºC e 26 ºC, porém após a melhoria do sistema de

ar condicionado foi possível manter uma temperatura de 20 ºC.

Figura 4. Metodologia para transporte dos espécimes coletados.

3. Identificação

A triagem de todo o material coletado foi feita em laboratório; alguns

exemplares foram fixados em álcool a 70 % (concha e partes moles) enquanto para

outros, apenas a concha foi preservada. Todos os animais foram medidos e

fotografados e, quando possível, identificados até o nível de espécie utilizando como

referência os trabalhos de Ortmann (1921), Mansur et al. (1987) e Simone (2006).

A identificação do material coletado foi feita, primeiramente, separando

os bivalves por caracteres conquiliológicos, isto é, morfologia e formato da

concha, escultura externa e escultura umbonal (figura 5).

Figura 5. Diagrama das características externas da concha de um bivalve de

água doce hipotético. am, margem anterior; b, bico (umbo); bs, escultura

umbonal; d, disco; dm, margem dorsal; gl, linhas de crescimento; pm, margem

posterior; pr, costela posterior; ps, depressão posterior; rm, linhas de

crescimento; ss, escultura da concha; vm, margem ventral; w, asa. Modificado

de McMichael e Hiscock (1958).

Em uma segunda etapa, alguns exemplares foram dissecados para

observação de algumas características anatômicas macroscópicas, tais como a

abertura inalante e exalante, brânquias e palpos.

A identificação dos espécimes, coletados no rio Mogi Guaçu, município

de Porto Ferreira, foi confirmada através de visitas ao acervo malacológico do

Museu de Zoologia (MZUSP), sob supervisão do Prof. Dr. Luiz Ricardo Lopes

Simone, e consulta ao acervo do projeto BIOTA/FAPESP existente no

laboratório de Malacologia da Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras de

Ribeirão Preto.

Os espécimes devidamente identificados serão depositados no Museu

de Zoologia (MZUSP) e na coleção da Faculdade de Filosofia Ciências e Letras

de Ribeirão Preto.

4. Propagação de bivalves em laboratório

4.1. Produção de fitoplâncton

4.1.1. Isolamento de cepas de microalgas

Amostras do fitoplâncton foram coletadas no rio Mogi-Guaçu

(21º50’36,10” S e 47º29’44,5” W), no Reservatório Galo Bravo (21º07’06,9” S,

47º49’32,1” W) e no Lago Monte Alegre, no Campus de Ribeirão Preto/USP,

com o auxílio de uma rede de plâncton de malha de 30 µm de diâmetro. As

amostras foram colocadas em meio de cultivo com finalidade de identificar a

composição fitoplanctônica e assim selecionar possíveis espécies passiveis de

cultivo e que fizessem parte da dieta alimentar dos bivalves. Através de

diluições repetidas e com auxílio de uma micropipeta foram selecionadas as

cepas para cultivo dos seguintes gêneros: Chlamydomonas sp., Chaetoceros

sp., Monoraphium sp., Chlorella sp., Nitzschia sp., Phaeodactylum sp. e

Scenedesmus sp.

As cepas das espécies de microalgas foram repicadas a cada 4-5 dias,

sempre respeitando a concentração inicial de 1/5 de inoculo para o volume final

(por exemplo, 1 litro de inoculo/4 litros de meio de cultivo). O meio de cultivo

utilizado para a manutenção das cepas foi autoclavado (20 minutos a 120 ºC)

antes de ser utilizado, enquanto que o meio de cultivo da produção massiva

(volume > 5 litros) não sofreu nenhum tratamento.

4.1.2. Meio de cultura para cultivo de microalga

Foram testados dois fertilizantes, como meio de cultivo: esterco bovino e

um inorgânico (NPK), (fertilizante agrícola Sempre Verde®, doado pela

empresa Bonigo Ltda), com concentrações de nitrogênio: fósforo: potássio de

12:6:6.

O meio de cultivo orgânico foi preparado utilizando o esterco seco e

curtido. Este foi peneirado utilizando uma malha de 125 µm, e colocado em

uma estufa a 80 ºC durante 24 horas. Após este período o esterco era diluído

em água destilada (45 gramas de esterco/ 5 litros de água) e submetido à

aeração constante durante 24 horas. O meio de cultivo, então, era filtrado em

malha de 100 µm de abertura e utilizado para o cultivo das microalgas.

O meio de cultivo enriquecido com adubo inorgânico foi elaborado em

diferentes diluições com água destilada: 0,5/200; 1/200; 5/200; 10/200 e 20/200

(Tabela 2).

Tabela 2. Concentrações (g/ml) de fósforo, potássio e nitrogênio em cada

diluição testada para o cultivo de fitoplâncton.

Concentração (g/ml)

Proporção

0,5/200 0,18 x 10

0,09 x 10

1/200 0,36 x 10

0,18 x 10

5/200 1,8 x 10

0,9 x 10

10/200 3,6 x 10

1,8 x 10

20/200 7,2 x 10

3,6 x 10

Legenda: N, nitrogênio; P, fósforo; K, potássio.

Após o preparo do meio de cultivo, foi adicionada cepa de microalgas na

quantidade de 20 ml em erlenmeyer de 250 ml. Os cultivos permaneceram

expostos à luz fluorescente (04 lâmpadas luz branca 36 W), ininterrupta, com

aeração constante.

As análises das culturas foram realizadas diariamente, durante oito dias,

sendo retirada uma alíquota de 5 ml de cada cultivo e adicionada uma gota de

lugol (4 %) com objetivo de fixar as microalgas. Para cada alíquota foram feitas

oito leituras, utilizando-se um hematocímetro com câmara de Neubauer. O

resultado diário da densidade celular foi determinado pela média aritmética das

oito contagens celulares, obtidas através da fórmula:

DC = cel x 10

x Fator de Diluição,

onde DC corresponde a densidade celular (células/mililitro) e cel corresponde

ao número de células contadas.

Os valores de densidade celular para cada tratamento foram

comparados através do período experimental de oito dias por uma Análise de

Variância (ANOVA), seguida por um teste de Tukey, a um nível de significância

de 95%. As transformações matemáticas, quando necessárias, e a ANOVA

foram feitas com o programa Statistica (StatSoft, Inc., 1998).

4.1.3. Manutenção da microalga

A manutenção do cultivo de microalgas foi feita em frascos de 10 (dez)

litros, mantidos em sala climatizada com temperatura de 20 ºC, com aeração e

intensidade luminosa constante (04 lâmpadas fluorescentes luz branca 36 W),

sem fotoperíodo, em condições não axênicas (figura 6). As cepas das algas

foram repicadas a cada 07 dias tendo sido utilizado o fertilizante inorgânico,

com concentrações de nitrogênio: fósforo: potássio de 12:6:6, em uma

proporção de 1/200.

Figura 6. Manutenção das cepas de microalgas, com luminosidade e aeração

constante.

Foram mantidas colônias fitoplanctônicas em crescimento das espécies

Chlamydomonas sp., originária do rio Mogi Guaçu e isolada em laboratório; e

Ankistrodesmus sp., gentilmente cedida pela Prof. Dra. Sonia Helena Sipauba,

do CAUNESP/UNESP, Jaboticabal, e cultivada segundo a metodologia já

descrita.

4.2. Manutenção dos bivalves adultos em laboratório

4.2.1. Experimentos preliminares

Para desenvolver uma metodologia para a manutenção dos bivalves

adultos em laboratório foi utilizada a espécie Anodontites trapesialis, que habita

lagos e tanques em abundância, não ocasionando, desta forma, aumento da

pressão já existente sobre as espécies ameaçadas do gênero Diplodon.

Espécimes de A. trapesialis foram coletados na região marginal da lagoa

do Galo Bravo (21º07’06,9” S e 47º49’32,1” W), no município de Ribeirão Preto,

SP. Os espécimes foram acondicionados em uma caixa térmica, com água do

local suficiente para cobri-los, e transportados ao laboratório de Malacologia,

do Departamento de Biologia da FFCLRP-USP.

Os bivalves foram submetidos a dois tratamentos. Um grupo (N=50) foi

colocado em bolsas de nylon com 32x28 cm (abertura da malha de 10x3 mm),

com três animais cada. As bolsas foram mantidas suspensas em uma caixa de

fibro-cimento de 250 l com água da mina e aeração constante. Outro grupo

(N=50) foi colocado em outra caixa de fibro-cimento de 250 l, com uma camada

de 10 cm de sedimento (areia fina) (figura 7).

Figura 7. Esquema da unidade de manutenção, onde os espécimes de

Anodontites trapesialis foram mantidos suspensos e enterrados. Foto com

detalhe da bolsa de nylon com dois indivíduos

Diariamente foi oferecida uma dieta de microalgas (Chlamydomonas sp.)

ad libitum, e semanalmente era efetuada a troca total da água das caixas.

Mensalmente os animais foram retirados da água e pesados, em uma balança

eletrônica Gehaka BG 400, com precisão de 0.01 g.

Na análise estatística, a mortalidade dos dois grupos foi comparada pelo

teste qui-quadrado de Pearson. Para avaliar o crescimento, em peso, foi

utilizado um modelo ANOVA com medidas repetidas considerando dois fatores:

grupo com 2 níveis (enterrado e suspenso) e momento de avaliação com 5

níveis (inicial, 1º, 2º, 3º e 4º mês). As comparações entre grupos e intra-grupo

foram avaliadas por contrastes ortogonais. O nível de significância adotado foi

0,05. O programa estatístico utilizado foi o SAS, versão 9.0.

4.2.2. Manutenção dos bivalves coletados do gênero Diplodon

Os exemplares transportados para o laboratório que não liberaram

gloquídios, após cinco dias, foram suspensos em bolsas de nylon com 32x28

cm (abertura da malha de 10x3 mm), com dois animais cada, em intervalos de

15 cm entre as bolsas, a 50 cm do fundo da unidade de manutenção. A

unidade consiste de uma caixa de fibro-cimento de 250 litros, com um sistema

de fluxo contínuo de água (fluxo médio de 10,0 L/min), localizada em um

ambiente com temperatura constante (20 °C) e um ciclo de 12 horas claro e 12

horas escuro. Para promover a suspensão das algas fitoplanctônicas na coluna

de água foram usados dois difusores de ar de 5,0 cm.

Os bivalves foram alimentados com as algas verdes unicelulares

Chlamydomonas sp. e Ankistrodesmus sp. (na proporção 1:1), em uma

densidade de 400.000 células/ml, uma vez ao dia, e mensalmente a água foi

trocada e os animais limpos. A escolha em utilizar estas espécies de

microalgas foi devido a seu fácil manejo e crescimento rápido em nosso

laboratório. Além disso, ambas apresentam um tamanho apropriado para larvas

e adultos.

A água utilizada para o cultivo de fitoplâncton e para a unidade de

manutenção deriva de um sistema de minas do Campus da Universidade de

São Paulo em Ribeirão Preto.

4.3. Obtenção dos gloquídios

4.3.1. Liberação

Os animais, recém coletados e previamente aclimatados, foram

acondicionados, ainda individualmente, em um aquário de 50 l, com água da

mina e aeração constante, em temperatura ambiente de 20 ºC (figura 8).

Quando observada a eliminação das larvas os animais foram separados e os

gloquídios eliminados, envolvidos em muco, foram retirados com o auxílio de

uma pipeta, colocados em Becker de 100 ml para posterior utilização. Os

animais que liberaram as larvas foram preservados em álcool a 70 %, para

correta identificação e aqueles que não estavam grávidos, foram mantidos no

laboratório e posteriormente devolvidos ao local de coleta.

Figura 8. Acondicionamento dos animais recém coletados, individualmente,

para a observação da eliminação e coleta dos gloquídios.

4.3.2. Viabilidade dos gloquídios

A viabilidade dos gloquídios foi testada, utilizando-se uma solução de

cloreto de sódio em uma sub-amostra de gloquídios de cada tratamento

(Lefevre e Curtis, 1912). Os gloquídios quando viáveis ficam posicionados com

as valvas aberta, porém quando expostos a uma solução salina contraem o

músculo adutor fechando suas valvas. A partir da sub-amostra, uma contagem

inicial de 25 gloquídios foi feita. Após a adição da solução salina, e após 10-20

segundos, os 25 gloquídios foram recontados e o número de indivíduos abertos

e fechados anotados. Os animais que permaneceram abertos após a adição do

cloreto de sódio foram considerados como sendo funcionalmente mortos.

A sobrevivência dos gloquídios (vivo/morto) foi modelada por uma

análise de regressão logística, não sendo necessária nenhuma correlação, pois

novos gloquídios foram usados em cada amostragem (Zimmerman e Neves,

2002). Três réplicas, em Becker de 100 ml, foram usadas para cada

temperatura e para cada tratamento dos gloquídios.

Os gloquídios de cada tratamento foram submetidos a diferentes

temperaturas: em uma incubadora a 18 °C, em uma sala com temperatura

controlada a 22 °C e em temperatura ambiente 25 ± 1 °C.

Os modos de exposição incluíram um tratamento com muco, no qual os

gloquídios foram utilizados diretamente após a liberação natural; e um

tratamento sem muco, que se refere àqueles gloquídios que foram expelidos e

depois processados para a retirada do muco.

Um dos processos utilizados foi a lavagem dos gloquídios recém

coletados, através de cuidadosas e repetidas trocas da água do Becker. Foram

utilizadas água da mina autoclavada, água destilada e água deionizada. Outro

processo foi realizar esta lavagem sobre uma rede de nylon com abertura de

malha de 50 µm. Como tratamento final, os gloquídios eram lavados com uma

solução de antibiótico e fungicida da Invitrogen

(Cod. prod. 15240-062).

4.3.3. Conquiliometria dos Gloquídios

Para a medição dos gloquídios, após a separação do muco através de

repetidas lavagens com água destilada, foram preparadas lâminas

permanentes segundo metodologia de Mansur e Campos-Velho (1990), que

consiste em eliminar os tecidos do gloquídio com oito gotas de hipoclorito de

sódio comercial 5 % NaOC para 10 ml de água destilada durante cinco minutos

após o que o material era lavado com trocas sucessivas de água destilada.

Após desidratar rapidamente por uma série de álcool etílico de 50 %,

60%, 70 %, 80 %, 90 % até 96 %, o material foi submetido a dois banhos de

álcool isopropílico, e finalmente as valvas foram pipetadas sobre laminas e

montadas com Entelan e cobertas com lamínulas.

Os gloquídios foram observados e fotografados. O procedimento de

captura de imagem foi realizado no Laboratório de Neurobiologia e Peçonhas,

do Prof. Dr. Wagner Ferreira dos Santos, utilizando-se um sistema constituído

por uma câmera digital colorida da Leica (DFC300 FX) conectada a um

microscópio de (DM 5000 B, Leica Microsytems – Alemanha) e a um

computador. O programa Q-Win (Leica Microsytems – Alemanha) foi utilizado

para medir os gloquídios. As medidas foram feitas segundo Bonetto (1959b),

onde são traçados transectos sobre a imagem dos gloquídios a fim de medir o

comprimento maior, a altura, o comprimento da linha dorsal, o deslocamento da

ponta ventral em relação ao centro da linha dorsal, e o ângulo de obliqüidade.

Este último é a medida entre a reta que une a ponta ventral ao meio da linha

dorsal e a perpendicular que sai desta linha em direção a ponta ventral (figura

9). Utilizaram-se 40 gloquídios de cada fêmea desovada.

Figura 9. Conquiliometria da valva gloquidial. a, altura; aº, ângulo; b, borda; c,

comprimento; cld, comprimento da linha dorsal; dg, dente gloquidial; dpv,

deslocamento da ponta ventral; pv, ponta ventral. Modificado de Mansur e

Campos-Velho (1990).

4.4. Cultivo “in vivo” de gloquídios

Como os gloquídios são parasitas de peixes, experimentos de laboratório

foram realizados no sentido de encontrar hospedeiros potencialmente passiveis de

serem infestados pelas larvas das espécies dos bivalves coletados, do gênero

Diplodon. A maioria dos peixes foi coletada no rio Mogi Guaçu, município de Porto

Ferreira, São Paulo, Brasil. São elas: Astyanax altparanae, Gymnotos sp., Randia

queli, Hyphessobrycon eques, Cheirodon sp., Geophagus brasiliensis, Poecilia sp. e

Papiliochrommis ramirezi. Também foi utilizada a espécie exótica Oreochromis

niloticus. O tamanho dos exemplares de peixes variou entre 3 a 7 cm.

Os gloquídios liberados naturalmente foram removidos com uma pipeta

e lavados para a retirada do muco e outros resíduos.

A infestação artificial foi feita utilizando, quando possível, três peixes de

cada espécie. Para tal, foram colocados em contato com os peixes cerca de

200 gloquídios/peixe em aquários medindo (40,00 x 20,00 x 15,00 cm) com 10 l

de água de mina, devidamente arejado, em temperatura ambiente controlada

de 20, 22 e 24 ºC (figura 10). A cada dois dias o fundo do aquário era sifonado

para detectar a presença de juvenis, sendo feita a troca de 2/3 da água do

aquário, e os peixes eram alimentados com ração comercial.

Figura 10. Infestação artificial dos peixes, Astyanax altparanae, com gloquídios

do gênero Diplodon (cultivo in vivo).

4.5. Cultivo “in vitro” de gloquídios

4.5.1. meio cultura (M 199 + antibiótico/fungicida)

Para fazer 1 litro de solução de meio de cultura M 199, um pacote de M

199 em pó (Invitrogen

, Cod. prod. 31100-035) foi colocado em um Becker de 1

litro com água deionizada em um agitador. Foram adicionadas dois gramas de

NaHCO

e o pH do meio de cultura foi ajustado para 6,8, valor encontrado no

ponto de coleta dos bivalves, utilizando NaOH 1,25 M ou HCl 1 M (Keller e

Zam, 1990). Depois do pH ajustado, a solução foi filtrada, com filtro de celulose

de 0,45 e 0,22 µm, respectivamente. A solução é viável por semanas, desde

que mantida sob refrigeração (6-8 °C) e condições assépticas.

Nos experimentos da temporada de 2008, foi adicionada ao meio de

cultura, antes da filtragem, uma solução tampão de HEPES em uma

concentração de 5960 mg/l, pois sua utilização elimina a necessidade de uma

atmosfera enriquecida com CO

(Prof. Dra. Maria Cristina da Silva

Pranchevicius, comunicação pessoal). Porém, em 2009, após um intercambio

com pesquisadores norte americanos, o HEPES foi abolido da formulação, pois

segundo Lee e Mora (2005) e Owen et al. (2009) esta solução tampão tem um

efeito tóxico sobre os gloquídios.

Foi utilizada uma combinação de antibiótico e fungicida, para inibir a

contaminação dos cultivos, da Invitrogen®, listada na tabela 3. A solução foi

congelada em alíquotas de 2 ml, e somente a quantidade necessária era

descongelada na hora da sua utilização.

Tabela 3. Combinação de antibiótico e fungicida na formulação do produto da

Invitrogen (Cod. prod. 15240-062).

Composto Concentração

(µg/ml)

Antibióticos

Penicilina G (UI) 10000

Sulfato de estreptomicina 10000

Antimicóticos

Anfotericina B 25

4.5.2. Fonte protéica

4.5.2.1. Plasma de peixe

Foram testados plasmas de espécimes de peixes de ocorrência no local

de coleta dos bivalves e de espécies exóticas. As espécies Oreochromis sp.,

Colossoma sp. e Cyprinus sp. foram gentilmente cedidas pelo

CAUNESP/UNESP de Jaboticabal, através do Prof. Dr. João Batista

Kochenborger Fernandes. Os espécimes de ocorrência regional, Astyanax

altparanae, foram adquiridos em uma loja que comercializa iscas vivas.

Para obtenção do plasma, o sangue dos peixes foi retirado com auxílio

de uma seringa com agulha n

22 (0,70x25), da veia caudal, e colocado em

tubos, previamente lavados com heparina sódica (2000 UI). O sangue foi

transportado em caixas térmicas com gelo até o Laboratório de Biologia

Molecular de Plantas da Profa. Dra. Maria Helena de Souza Goldman, onde foi

centrifugado a 1000 rpm por 10 minutos, depois passado para outro tubo e

centrifugado novamente a 3000 rpm por 10 minutos. A porção do plasma foi

separada e filtrada em filtro de celulose de 0,45 e 0,22 µm, respectivamente,

sendo congelada para utilização posterior.

4.5.2.2. Extrato liofilizado de peixe

Foram macerados três espécimes de A. altparanae (tamanho médio de 5

cm). Posteriormente o material foi liofilizado a -40ºC, e guardado para uso

posterior em refrigerador (6-8 °C). Uma alíquota de 0,6 mg do material

liofilizado (0.3 % do extrato liofilizado de peixe após a filtragem) foi

ressuspendido em 1000 ml de água deionizada e agitada em vortex por 4

horas. A suspensão foi filtrada em filtro de celulose de 0,45 e 0,22 µm,

respectivamente, e guardada no refrigerador até seu uso.

4.5.2.3. Plasma bovino

O sangue de boi, oriundo do frigorífico Oranges (Município de

Sertãozinho, SP), foi colocado em frascos previamente lavados com uma

solução de heparina sódica. O sangue foi transportado em caixas térmicas com

gelo até o Laboratório de Biologia Molecular de Plantas da Profa. Dra. Maria

Helena de Souza Goldman, onde foi centrifugado a 3000 rpm por 10 minutos,

depois passado para outro tubo e centrifugado novamente a 4000 rpm por 10

minutos. A porção do plasma foi separada e filtrada em filtro de celulose de

0,45 e 0,22 µm, respectivamente, sendo congelada para utilização posterior.

4.5.3. Cultivo dos gloquídios

Os gloquídios foram separados do muco através de repetidas lavagens

com água destilada e sua viabilidade foi testada sob microscopia ótica (100x),

pela observação da abertura/fechamento das valvas. Cerca de 50-100

gloquídios foram colocados em placas de Petri (60 X 15 mm), sob condições

estéreis, com meio de cultivo constituído de solução M 199 (Sigma®), fonte

protéica e antibiótico/antimicótico, na proporção de 2:1:0,5.

As placas de Petri foram mantidas em incubadora (figura 11) com

temperatura controlada até a transformação em juvenis (observação da

distensão do pé para fora da concha é um indicador), com uma troca do meio

de cultivo a cada 06 dias, e adição de 1 ml de água destilada 24 horas antes da

metamorfose (Uthaiwan et al., 2002, 2003; Lima et al, 2006). Foram feitos

experimentos nas temperaturas de 18, 20 e 23 ºC.

Figura 11. Manutenção dos gloquídios, em incubadora, com o meio de cultura

artificial com M 199, fonte protéica e antibióticos/antimicóticos (cultivo in vitro).

Quando possível foi utilizado um arranjo completamente aleatório entre

os tratamentos e oito réplicas foram utilizadas. A análise dos dados foi feita

usando uma Análise de Variância (ANOVA), seguido por um teste de Tukey, a

um nível de significância de 95%. As transformações matemáticas, quando

necessárias, e a ANOVA foram feitas com o programa Statistica (StatSoft, Inc.,

1998).

4.6. Cultivo de juvenis

Após a metamorfose dos gloquídios, incubados por 18-22 dias, os

juvenis recém metamorfoseados foram removidos do meio de cultura, lavados

com uma mistura de água da mina autoclavada e M 199, e submetidos a

diversos tratamentos em placas de Petri (60x15 mm) e Beckers, de 150 ml,

com aeração (figura 12).

Figura 12. Cultivo de juvenis do gênero Diplodon. À esquerda em placas de

Petri, e à direita em Becker com aeração.

Os juvenis foram mantidos em água da mina autoclavada, sem receber

uma complementação alimentar; com adição de 15.000 células/ml da microalga

Chlamydomonas sp. em dias alternados; com uma camada de 1 mm de

sedimento arenoso fino (partículas < 125 µm); e em um último tratamento, com

o sedimento e alimento.

Em dias alternados, os juvenis eram observados em lupa

estereoscópica, os indivíduos mortos eram retirados e contados. A

porcentagem de sobrevivência dos juvenis foi transformada matematicamente

e os tratamentos foram comparados através de um test T.

4.6.1. Juvenis pós-metamórficos

Os juvenis recém metamorfoseados foram submetidos aos tratamentos,

citados acima, imediatamente após a metamorfose. O número de indivíduos

em cada tratamento foi estipulado dividindo-se o número total de juvenis

metamorfoseados (cultivo in vivo e in vitro) pelo número de tratamentos.

Quando houve pouca disponibilidade de juvenis metamorfoseados, foi testado

apenas um tratamento (alimento ou sedimento, placa de Petri ou Becker) de

cada vez, com cada lote.

4.6.2. Juvenis com 5 dias

Nas liberações subseqüentes de gloquídios, foi mantido o tratamento

que apresentou a maior taxa de sobrevivência anterior e após cinco dias os

tratamentos foram repetidos (adição de alimento, presença de sedimento e tipo

de recipiente).

4.6.3. Juvenis com 15 dias

Idem item anterior, porém iniciando os tratamentos após 15 dias.

4.6.4. Juvenis com 30 dias ou mais

Os juvenis com 30 dias foram mantidos em Becker, de 150 ml, com 1

mm de sedimento arenoso, com aeração constante, fotoperíodo natural e

temperatura de 20 ºC. A cada dois dias foi feita a troca de 2/3 da água do

Becker, com a adição de microalga.

A concentração do alimento variou de 15.000 a 90.000 células/ml, conforme

os juvenis foram crescendo. A partir dos 60 dias acrescentou-se à dieta a espécie

Ankistrodesmus sp., oferecida na proporção de 1:1 com a outra microalga.

RESULTADOS

1. Coleta

1.1. Caracterização do local de coleta

Na caracterização a nível federal, a bacia hidrográfica do rio Mogi Guaçu

pertence à Região Hidrográfica do Paraná que é constituída pela bacia

hidrográfica do rio Paraná, situada no território nacional. No Estado de São

Paulo, a bacia hidrográfica do rio Mogi Guaçu (UGRHI-09) localiza-se na região

nordeste do Estado. Essa UGRHI apresenta limites com as UGRHI’s:

Piracicaba/Capivari/Jundiaí; Tietê/Jacareí; Tietê/Batalha; Turvo/Grande; Baixo

Pardo/Grande; e Pardo (figura 13).

Figura 13. Localização da Bacia Hidrográfica do rio Mogi Guaçu. Fonte:

http://mapas.znc.com.br/sos_bacias_sp/index.php

A imagem não p ode ser exibida. Talvez o compu tador não tenha memória suficiente para abrir a imagem ou talvez ela esteja corrompida. Reinicie o c omputador e abra o arqu ivo novamente. Se ainda assim aparecer o x vermelho, poderá ser necessário excluir a imagem e inseri-la nov amente.

O rio Mogi Guaçu nasce no município de Bom Repouso (22°28′15″ S,

46 8′42″ W), ao sul do Estado de Minas Gerais, Brasil, e sua bacia hidrográfica

possui uma área de drenagem total de 18938 km

(CORHI, 1999). Sua

nascente esta localizada no Monte Curvado, 1700 metros acima do mar. Seu

curso tem 473 km de extensão, percorrendo 95,5 km no Estado de Minas

Gerais, através de uma garganta na Serra da Mantiqueira, a uma altitude

média de 825 metros acima do mar. Para posteriormente percorrer mais 377,5

km no Estado de São Paulo, desaguando no rio Pardo, a 490 metros acima do

mar, no município de Pontal (21°1′22″ S, 48°2′13″ W). Seus principais afluentes

pela margem direita são os rios: Onça, Itupeva, Claro e Jaguari Mirim; pela

margem esquerda, os rios: Eleutério, do Peixe, do Roque, Bonito, Araras e

Mogi Mirim.

O compartimento com maior densidade de área de drenagem é o do rio

do Peixe, seguido do compartimento do rio Jaguari Mirim, ambos localizados

nas partes altas em áreas de relevo ondulado a forte ondulado do Planalto

Atlântico. A menor densidade de área de drenagem é justamente na área do

compartimento Baixo Mogi, região de relevo suave ondulado na sua maioria,

intensamente utilizado para a agricultura.

O ponto de coleta escolhido apresenta suas margens, em parte

preservadas, porém, em sua grande maioria bem degradada com a colocação

de pneus, canos de PVC de deságües clandestinos e lixo (figura 14).

Figura 14. Local onde foram realizadas as coletas (rio Mogi Guaçu, município

de Porto Ferreira, SP, 21º50’36,1” S e 47º29’44,5” W). As fotos A e B foram

tiradas na época de seca, e as fotos C e D em época de chuva.

1.2. Ação Antrópica na bacia Mogiana:

Chegada do Tupi-Guarani na Bacia Mogiana, entre os séculos XVI-XVII,

principalmente, na região de Cachoeira de Emas, onde permaneceu até por

volta de 1880.

O primeiro mapeamento do rio Mogi Guaçu data de 1766 e o documento

original se encontra no MZUSP, em São Paulo. O segundo mapeamento do

Mogi é do ano de 1773 e o documento original se encontra no Arquivo Histórico

Colonial, Torre do Tombo, Lisboa, Portugal.

A região de Pirassununga começou a ser povoada, pelos pioneiros

brancos, a partir de 1809. No inicio da ocupação, a região apresentava uma

cobertura vegetal de 2/3 de mata atlântica e 1/3 de campo cerrado. No ano de

1999, com cerca de 65000 habitantes na região, restaram apenas 1/3 da

cobertura vegetal original.

Desde o século XIX, o cultivo de café na região impulsionou as

derrubadas das matas nativas. Em 1878, ocorre a chegada da estrada de ferro

e com isso novas derrubadas de matas (para a lenha como combustível da

locomotiva, dormentes, assentamento dos trilhos, etc.),

A partir de 1883 e até 1917, em um trecho de 200 km, entre Porto

Ferreira e Pontal, na foz do Mogi Guaçu, começou a haver navegação fluvial.

Ao longo desse trecho foram construídos 15 portos fluviais, chegando a existir,

no auge da sua atividade, 11 vapores e 54 chatas para o transporte de

passageiros e de cargas de mercadorias.

Na atualidade, o rio Mogi Guaçu está caracterizado pela ausência de

atividade de indústria e mineração capaz de alterar a dinâmica

hidrossedimentológica. Porém sua mata ciliar se encontra comprometida com a

alocação irregular de ranchos (Neves, 2005).

1.3. Fatores abióticos

Os parâmetros abióticos medidos, condutividade, temperatura, oxigênio

dissolvido e turbidez, mostram uma variação bem marcada dependendo da

época do ano (anexo B). Sendo possível visualizar o período das cheias, de

novembro a março, não somente pelo aumento da vazão do rio (figura 15).

Figura 15. Representação gráfica da variação dos parâmetros abióticos entre

outubro/2007 a outubro/2008. Os valores referentes à vazão do rio

correspondem a uma média de 10 anos (1996 a 2006). Fonte: Neves, 2010.

1.4. Ocorrência do gênero Diplodon no rio Mogi Guaçu

Ihering (1893) descreveu a ocorrência de D. fontainianus, D. caipira e D.

paulista, em Piracicaba; e D. martensi no Estado de São Paulo, porém sem

precisar qual bacia hidrográfica. Também descreveu uma nova espécie, D.

greeffeanus, na localidade tipo de Campinas e Piracicaba. Simpson (1914)

descreveu D. trivialis para a região de Jaboticabal. Para a mesma localidade,

Ortmann (1921) descreveu uma nova espécie, D. mogymirim.

Ortmann (1921) estendeu a ocorrência de D. paulista e D. fontainianus

para as bacias hidrográficas do norte do Estado de São Paulo.

Bonetto (1959, 1961) estudando os espécimes de Diplodon da mesma

bacia na região de Pirassununga, SP, encontrou as mesmas espécies citadas por

Ortmann (1921) e estendeu a distribuição de D. expansus (Küster, 1856) de

ocorrência no rio Conigo, Nova Friburgo (RJ), para a região de Pirassununga.

Chama a atenção também para a ocorrência de D. paulista e D. fontainianus,

descritos inicialmente para a região de Piracicaba, na Cachoeira das Emas,

Pirassununga.

Parodiz (1973) relata a existência de uma grande abundância de D.

expansus na região de Piracicaba, Pirassununga, e o sul de Minas Gerais. E cita a

ocorrência de D. paulista no rio Mogi Mirim, um tributário do rio Mogi Guaçu.

O projeto BIOTA/FAPESP coletou, entre os anos de 2000 e 2002, várias

espécies da família Hyriidae no rio Mogi Guaçu. Entre as espécies do gênero

Diplodon foi citado a ocorrência de D. fontainianus, D. greeffeanus, D. rotundus

gratus e D. mogymirim.

2. Identificação dos bivalves coletados

Um total de 510 espécimes vivos pertencentes a duas famílias e oito

espécies (tabela 4) foi coletado do rio Mogi Guaçu, entre março de 2008 e

setembro 2009. A riqueza de espécies de cada família na região central da

bacia do Mogi Guaçu esta representada pelos Hyriidae (cinco espécies) e

Mycetopodidae (duas espécies).

Dentre as espécies coletadas foram identificados D. fontainianus, D.

expansus, D. rotundus gratus, D. martensi, Diplodon sp., C. undosa undosa, F.

fossiculifera, e A. trapezeus. Os caracteres conquiliológicos de cada espécie

são listados abaixo.

Diplodon expansus (Küster, 1856) (figura 16A)

Diagnóstico

: Concha elíptica, equivalve, com a margem anterior, normalmente,

arredondada a partir do final de uma lúnula muito curta até a margem ventral.

Valva esquerda com dentes pseudocardinais divididos em duas peças, a

anterior maior com a borda crenulada, e o posterior sendo um dente com uma

ponta aguda; e com dois dentes laterais paralelos e arqueados, dos quais o

inferior é mais largo. A valva direita apresenta seus dentes pseudocardinais

bifurcados em uma direção longitudinal obliqua. A cor do perióstraco é marrom,

mas torna-se bastante escura próxima às margens. Descrição de Kuster

(1856).

Diplodon fontainianus (Orbigny, 1835) (figura 16B)

Diagnóstico

: Concha ovalada a subtrapezoidal, quase circular, com o maior

diâmetro na porção mediana da concha. Linha dorsal fortemente curvada, linha

dorsal curvada atrás do umbo. Valva esquerda com um ou dois pseudocardinais e

com dois dentes laterais curvos; valva direita com dois dentes pseudocardinais

alongados, o inferior sendo maior, e um dente lateral. Perióstraco castanho escuro

a preto, e superfície interna nacarada de cor branca azulada. Descrição de Avelar

e Cunha (2009)

Diplodon rotundus gratus (Lea, 1860) (figura 16C)

Diagnóstico: Concha subovalada, equivalve e eqüilateral, com as bordas dorsal

e posterior retas. Charneira com aparência frágil, com os dentes não tão

desenvolvidos, com um dente pseudocardinal e dois laterais na valva esquerda

e dois pseudocardinais e dois laterais na valva direita. Tamanho máximo de

4,50 cm. O perióstraco é de cor escura, marrom esverdeado. A superfície

interna é lisa e esbranquiçada, com certa iridiscência púrpura. Descrição de

Hebling e Penteado (1974).

Diplodon martensi (Ihering, 1893) (figura 16D)

Diagnóstico

: Concha em forma elíptica retangulóide, com região anterior curta

e levemente mais baixa que a posterior. Borda dorsal regularmente arqueada e

ventral reta ou levemente arqueada. Dentes pseudocardinais lamelares e

curtos, sendo o posterior levemente reforçado. Perióstraco castanho-escuro.

Descrição de Mansur et al. (1987).

Diplodon sp. (figura 16E)

Diagnóstico: Concha retangulóide, equivalve, com a região anterior

arredondada, e com o umbo posicionado no primeiro terço. Borda ventral reta,

com um bico na região posterior, e com um espessamento na região anterior.

Dentição robusta, a valva esquerda apresenta dois dentes laterais longos, e um

dente pseudocardinal, serrilhado no sentido oblíquo, que termina abruptamente

na cicatriz do músculo adutor anterior. A valva direita apresenta um dente

lateral e dois dentes pseudocardinais, sendo o mais dorsal pequeno e o mais

ventral bem desenvolvido. Perióstraco de coloração marrom dourado e

superfície interna nacarada, com manchas de cor amarela iridiscente.

Castalia undosa undosa (Martens, 1827) (figura 16F)

Diagnóstico: Concha subtriangular, equivalve e inequilateral, com uma carena

proeminente que é truncada na região posterior. Lúnula facilmente visível.

Charneira bem desenvolvida, com dois dentes cardinais em cada valva. O

dente cardinal anterior é maior que o posterior, com várias cúspides bem

desenvolvidas. A superfície interna e externa do dente cardinal da valva

esquerda é crenulada, enquanto que na valva direita as crenulações estão

presentes apenas na superfície interna. Na valva direita existe um dente lateral

com ambas as superfícies apresentando crenulações, e na valva esquerda

existe um lado de igual tamanho cuja superfície interna é crenulada. Descrição

de Avelar e Santos (1991).

Anodontites trapezeus (Spix, 1827) (figura 16G)

Diagnóstico

: Concha subcircular, equivalve e eqüilateral, com as bordas dorsal

e traseira quase reta. Duas costelas não proeminentes partem do umbo em

direção a região posterior, das quais a mais dorsal termina na região do

diafragma, entre as duas aberturas. As valvas são infladas, tocando-se ao

longo de toda borda externa, e a junção não apresenta dentes. O umbo é

distendido, partindo de acima da linha de junção. Descrição de Hebling (1976).

Fossula fossiculifera (Orbigny, 1835) (figura 16H)

Diagnóstico: Concha com contorno subcircular, equivalve e inequilateral, com

uma borda posterior alada partindo acima do umbo. Duas costelas levemente

marcadas se originam no umbo e estendem-se até a região ventral, sendo que

a posicionada mais dorsalmente termina na região do diafragma. Charneira

bem desenvolvida, com um dente pseudocardinal na valva esquerda e dois

dentes pseudocardinais na valva direita. Cavidade umbonal rasa. Descrição de

Avelar (1993).

Figura 16. Espécies coletadas no rio Mogi Guaçu, Porto Ferreira, SP

(21º50’36,1” S e 47º29’44,5” W). A, Diplodon expansus; B, Diplodon

fontainianus; C, Diplodon rotundus gratus; D, Diplodon martensi; E, Diplodon

sp.; F, Castalia undosa undosa; G, Anodontites trapezeus; H, Fossula

fossiculifera. Escala = 1 cm.

Tabela 4. Bivalves límnicos nativos coletados do rio Mogi Guaçu, município de

Porto Ferreira, São Paulo, Brasil, entre março/2008 e setembro/2009.

Ordem Familia Espécie Quantidade

Unionoida Hyriidae Diplodon expansus 129

Diplodon martensi 5

Diplodon fontainianus 27

Diplodon rotundus gratus 13

Diplodon sp 2

Castalia undosa undosa 286

Mycetopodidae

Anodontites trapezeus 27

Fossula fossiculifera 21

Deve ser citado que em algumas regiões da área de estudo Corbicula

fluminea, uma espécie exótica, representou quase 90 % dos bivalves

coletados. Apesar disso, a estrutura da comunidade nativa pode ser descrita

como 90,6 % pertencendo a família Hyriidae, principalmente C. undosa undosa

(61,9 %) e D. expansus (27,9 %). Entre os Mycetopodidae coletados foi

encontrado um equilíbrio numérico entre as espécies.

Em nossas coletas foi observado que os representantes da espécie D.

expansus, apresentavam uma grande plasticidade da concha, sendo possível

diferenciar dois grupos, com suas formas intermediárias (figura 17).

Figura 17. Foto da variação das conchas de D. expansus, coletadas no rio

Mogi Guaçu, município de Porto Ferreira, São Paulo.

Para a identificação utilizamos tanto caracteres conquiliológicos como

anatômicos.

Os caracteres conquiliológicos que definiram um grupo foram:

Concha é equivalve, inequilateral, com a margem dorsal reta, sendo

ovalada na região anterior e subquadrada na região posterior, apresentando

um ligamento anfidélico forte. Valvas achatadas (platicúrticas). Umbo localizado

no primeiro terço da região anterior, sendo pouco proeminente e com o

perióstraco desgastado. Com uma lúnula estreita, sendo que em exemplares

maiores a lúnula é mais larga. Perióstraco com coloração castanho-

amarronzada, com tons que variam do marrom tendendo ao preto, conforme as

conchas apresentam um maior tamanho. A superfície interna é lisa,

esbranquiçada. Linha palial bem marcada, com início na região posteroventral

do músculo adutor posterior e terminando na região ventral do músculo adutor

anterior.

Partindo do umbo em direção posterior até a margem da concha existe

um sulco pouco acentuado que se alarga até a região da abertura anal.

Apresenta uma costela a partir do lado posterior do umbo até a margem da

concha na região do diafragma. E uma segunda ornamentação, mais sutil,

superior à primeira até região mediana da concha. Linhas de crescimento

concêntricas ao umbo, terminando em uma linha reta na região anterior.

Charneira curta, delicada, posterior ao umbo, do tipo esquizodonte.

Comprimento do ligamento vai desde o istmo ligamental, anteriormente, até o

fim do dente pseudocardinal.

A valva esquerda apresenta um dente pseudocardinal lamelar, estriado

obliquamente em direção anterior, tanto externa como internamente. Segundo

dente pseudocardinal subdesenvolvido, com vários dentículos na borda. Porém

nunca sobrepassando a metade do primeiro dente pseudocardinal, mais dorsal.

E dois dentes laterais lamelares. A superfície interna do dente lateral ventral

lisa, e a superfície voltada para a região interdentum estriada. Dente lateral

dorsal com superfície interna e externa lisa, menor que o dente lateral ventral.

A valva direita apresenta dois dentes pseudocardinais. Um dorsal, de

estrutura lamelar, estriado obliquamente em direção anterior, com sua

superfície externa lisa, e com pequenas crenulações na borda. E um ventral

também é estriado obliquamente em direção anterior, com a superfície externa

lisa e com borda crenulada, sendo este dente mais espesso que o dente

pseudocardinal dorsal. O dente lateral inicia-se no umbo posteriormente e vai

até a região dorsal do músculo adutor posterior, sendo levemente estriado na

porção superior terminal, com a superfície externa lisa e a superfície interna

rugosa na porção terminal (borda do dente).

Figura 18. Detalhes dos dentes pseudocardinais das valvas do grupo 1 de

Diplodon expansus. À esquerda o dente pseudocardinal da valva esquerda, e a

direita o dente pseudocardinal valva direita.

E o segundo grupo foi definido pelos exemplares com:

A concha equivalve, inequilateral, com região anterior arredondada e

região posterior subquadrada, apresentando um ligamento anfidélico forte.

Região dorsal praticamente reta e com a região posterior mais larga que a

anterior. Valvas um pouco infladas, com região umbonal não muito elevada,

normalmente erodida. Lúnula, nem sempre observada. Perióstraco castanho

escuro e camada nacarada lisa, esbranquiçada, com raios azulados. Concha

espessa. Na superfície externa das valvas existe um sulco iniciando no umbo

em direção a região posteroventral, terminando próximo da região das

aberturas inalantes e exalantes, as linhas de crescimento são concêntricas

bem marcadas.

Valva esquerda com um dente pseudocardinal com estriações, mais

grosseiras na face interna, e um segundo dente pseudocardinal quase vestigial.

Início do dente pseudocardinal logo após o umbo, terminando acima do

músculo adutor anterior. Apresenta dois dentes laterais lamelares. O dente

lateral interno, externamente é liso e internamente estriado apenas na região

terminal. O dente lateral exterior é liso tanto externo como internamente. O

dente lateral interno é levemente maior que o externo, deixando aparecer

apenas a porção terminal evidenciando suas estrias, ele é mais comprido,

porém com a mesma altura do dente externo.

Valva direita com dois dentes pseudocardinais e um dente lateral. O

dente pseudocardinal dorsal é curto e robusto, com estriações em ambas as

faces. O ventral é lamelar, estriado obliquamente em direção anterior, na face

voltada para interdentum, a outra face é lisa.

Figura 19. Detalhes dos dentes pseudocardinais das valvas do grupo 2 de

Diplodon expansus. À esquerda o dente pseudocardinal da valva esquerda, e a

direita o dente pseudocardinal valva direita.

Quando foram utilizados os caracteres anatômicos e comparados com

aqueles conquiliológicos foi possível identificar um terceiro grupo.

Figura 20. Características anatômicas dos três grupos de Diplodon expansus.

Anatomia grupo 1:

Abertura exalante em forma de fenda, com sua porção acima fechada.

Abertura exalante tão comprida quanto à inalante, separada dela por uma

conexão do manto sólida. Abertura inalante com papilas distintas. Palpo

moderado, subtriangular, margem posterior conectada por cerca de um terço

do seu comprimento.

Demibrânquia interna subtrapezoidal, mais alta e mais larga que a

externa, com sua porção anterior conectada ao palpo e com sua margem

ventral arredondada. Demibrânquia externa subtriangular, com ocupando 4/6

da interna. Porção posterior mais alongada que a demibrânquia interna e

região anterior bem afilada, deixando a demibrânquia interna totalmente

exposta. Lamela interna da brânquia interna totalmente conectada com o saco

abdominal.

Anatomia grupo 2:

Manto delgado, bem pigmentado na borda, salmão alaranjado,

pigmentação mais evidente na região das aberturas. A borda da região das

aberturas é cor marrom escuro tendendo a preto, e a borda do manto é mais

grossa que o meio. Abertura inalante inteira aberta, com pequenas papilas,

abertura exalante separada da inalante por um diafragma forte, de cor preta.

Palpo arredondado na região anterior e um pouco afilado na região

posterior, pigmentação laranja bem forte. A parte externa palpo apresenta

pregas na borda desde a região anterior até a região posterior, a parte mais

dorsal do palpo não apresenta pregas, apenas a parte ventral pregueada. A

parte interna do palpo inteira pregueada, não apenas na borda. As pregas da

parte interna do palpo vão desde a abertura da boca até a borda posterior do

palpo. A pigmentação e do lado externo do palpo, a borda dorsal do palpo é um

pouco mais espessa que a borda ventral do palpo.

Demibrânquia interna e externa com formato subtrapezoidal, ambas

apresentam a margem ventral reta. Demibrânquia externa levemente menor na

região anterior, porém com a mesma altura na região posterior, cobrindo

totalmente a interna.

Anatomia grupo 3:

Manto delgado, não muito pigmentado, com um espessamento na borda.

Abertura inalante e exalante de tamanho similar, porém a inalante apresenta

uma série de papilas na região próxima ao diafragma. Pé de coloração escura.

Palpo subtriangular com pregas na borda, mais compridos que largos.

Demibrânquia interna e externa subtriangular, com a mesma altura.

Demibrânquia externa um pouco maior na região posterior, apresentando uma

espécie de franjeado em sua porção posteroventral.

Convencionou-se, então, denominar os exemplares como D. expansus

var. 1, D. expansus var. 2 e D. expansus var. 3, para fins de identificação para

os experimentos de propagação.

3. Propagação de bivalves em laboratório

3.1. Isolamento, cultivo e manutenção de microalgas

Dentre as várias espécies de algas coletadas a espécie mais

representativa e que teve um desenvolvimento mais acentuado no laboratório

foi Chlamydomonas sp. (figura 21). Sendo bem aceita pelos bivalves, e com

uma maior resistência às contaminações bacterianas e/ou por protozoários nas

culturas, portanto sendo selecionada para a produção massiva.

Figura 21. Espécie de microalga isolada do rio Mogi Guaçu e cultivada em

larga escala no laboratório (Chlamydomonas sp.).

O meio de cultura com fertilizante inorgânico na concentração de 20/200

alcançou sua maior densidade celular no quarto dia, enquanto que todos os

outros tratamentos apresentaram o pico populacional entre o sétimo e oitavo

dia (p < 0,05) (figura 22).

As densidades celulares mais elevadas foram observadas em cultivos

com fertilizante inorgânico (na proporção 1/200 e 5/200) e esterco de vaca,

com valores de 1230, 1170 e 1380 x 10

células/ml, respectivamente, não

apresentando diferença significativa entre eles (p < 0,05).

As outras concentrações, 0,5/200, 10/200 e 20/200, permitiram que a

densidade populacional dos cultivos alcançasse valores menores, de 710, 420

e 239 x 10

células/ml, respectivamente.

Figura 22. Crescimento da densidade populacional de Chlamydomonas sp.

cultivada em diferentes meios de cultivo.

Tanto o meio de cultivo como os procedimentos empregados na

produção de microalgas propiciaram uma produção de 500 litros mensais de

alimento.

BRANCO

ESTERCO

SV1

SV2

SV3

SV4

SV5

TEMPO

Densidade celular (10

cels/ml)

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1 2 3 4 5 6 7 8

3.2. Manutenção dos bivalves adultos em laboratório

3.2.1. Experimentos preliminares

O grupo dos animais mantidos suspensos apresentou uma maior

sobrevivência em relação aos enterrados (p < 0,05), com a morte de apenas

dois animais (4%) no período de 120 dias. Os bivalves enterrados terminaram o

período experimental com 22% de mortalidade (11 animais).

Apesar da alocação aleatória, os animais enterrados eram, em média,

mais pesados que os suspensos desde o início do período de observação

(diferença média de 26,8 g, I.C. (95%) = [11,5; 42,1], p = 0,0005).

No modelo ANOVA, o efeito de interação foi significante (p < 0,001)

indicando que o crescimento dos animais é diferente nos dois grupos. No grupo

de animais suspensos, houve uma perda de peso no 1

mês (p < 0,001) e a

partir disso o ganho de peso foi gradativo com todas as diferenças

estatisticamente significantes (p < 0,001). No grupo de enterrados, houve uma

perda de peso significante no 1

e no 2

mês (p < 0,001), no entanto não houve

diferença entre o 2

e 3

mês (p=0,1226), nem entre o 3

e 4

mês (p=0,6963).

Em todos os momentos de avaliação, a média de peso no grupo enterrado foi

maior que no grupo suspenso (p < 0,01) (tabela 5).

Tabela 5. Peso, em gramas (médias e desvios padrão), dos espécimes de

Anodontites trapesialis mantidos enterrados e suspensos.

Momento de avaliação

Inicial 1º mês 2º mês 3º mês 4º mês

Enterrado

140,1

(44,3)

138,5

(44,4)

133,4

(41,0)

136,2

(41,2)

134,2

(40,5)

Suspenso

113,3

(31,8)

111,6

(31,9)

113,5

(32,2)

114,4

(32,1)

115,7

(31,8)

Em resumo, em ambos os grupos há uma perda de peso no 1

mês. Os

animais suspensos conseguem recuperar o peso gradativamente enquanto que

os animais enterrados, além da perda ser maior, o peso se mantém baixo

(inferior ao peso inicial).

Em valores percentuais, comparando os pesos medidos no início e no

final do período de observação, foi observado um ganho médio de 2,1% no

grupo suspenso e uma perda média de 1,4% no grupo enterrado.

3.2.2. Manutenção dos bivalves coletados

Tanto a metodologia empregada como a dieta propiciada pelas espécies

de microalga cultivadas se mostrou eficiente para a manutenção dos

exemplares dos bivalves, mantidos em laboratório. O peso dos animais se

manteve constante durante o período em foram alimentados com a dieta

oferecida (Chlamydomonas sp. e Ankistrodesmus sp.). Foi possível manter C.

undosa undosa, D. rotundus gratus, D. expansus, D. fontainianus, D. martensi,

F. fossiculifera e A. trapezeus, com uma mortalidade inferior a 5%.

Foi observado que a espécie C. undosa undosa apresentava uma maior

sobrevivência com um fluxo mais constante de água, enquanto que as espécies,

pertencentes à família Mycetopodidae, F. fossiculifera e A. trapezeus, não

apresentaram uma diferença na sobrevivência em condições de água parada.

3.3. Obtenção dos gloquídio

3.3.1. Liberação de gloquídios

Dos indivíduos coletados da espécie D. fontainianus apenas 12 animais

(44,44%) liberaram gloquídios (figura 23A) em laboratório, sendo que o maior

número de liberações foi registrado com animais coletados em agosto (tabela

6).

Dois exemplares de D. martensi (40%) liberaram seus gloquídios (figura

23B), naturalmente, em setembro (tabela 6).

A liberação dos gloquídios de 46,15% dos espécimes coletados de

D. rotundus gratus (figura 23C), ocorreu entre junho e julho (tabela 6).

Como identificação das variedades de D. expansus foi possível

apenas através da observação da anatomia interna, faz-se difícil precisar a

porcentagem de indivíduos que liberaram seus gloquídios no laboratório.

Sendo possível apenas apresentar o número absoluto dos animais que

liberaram gloquídios, foi observado que 7, 14 e 8 exemplares de D.

expansus var. 1, 2 e 3 liberam seus gloquídios (figura 23D) entre julho a

setembro (tabela 6).

Figura 23. Gloquídios das espécies do gênero Diplodon que foram liberados

em laboratório. Legenda: A, Diplodon fontainianus; B, Diplodon martensi; C,

Diplodon rotundus gratus; D, Diplodon expansus var. 1; E, Diplodon expansus

var. 2; F, Diplodon expansus var. 3. Escala = 100 µ.

A liberação de 26,57% dos indivíduos de C. undosa undosa coletados

ocorreu entre os meses de outubro e novembro (tabela 7).

As espécies de Diplodon cujos gloquídios estavam aptos a serem

liberados ou em via de liberação dos marsúpios, iniciaram a eliminação entre

12 e 48 horas depois de acondicionados em laboratório. A maneira pela qual as

espécies liberam os gloquídios mostrou comportamento diferente; D. rotundus

gratus a liberação é contínua e ocorre através da abertura exalante em forma

de fita mucosa com duração de cerca de 10 a 12 horas. Em D. expansus a

liberação ocorre, também via abertura exalante, em pulsos regulares que

duraram mais de 24 horas.

Tabela 6. Espécies coletadas no rio Mogi Guaçu, no município de Porto

Ferreira (21º50’36,10” S e 47º29’44,5” W) e número de indivíduos que

desovaram no laboratório.

espécie coletados

desovados

D. expansus var. 1

129

D. expansus var. 2 14

D. expansus var. 3 8

D. fontainianus 27 12

D. martensi 5 2

D. rotundus gratus 13 6

C. undosa undosa 286 76

A. trapezeus 27 3

F. fossiculifera 21 10

3.3.2. Viabilidade dos gloquídios

A viabilidade dos gloquídios, de D. expansus var. 2 e D. rotundus gratus,

ao longo do tempo foi similar e consistente. Para a comparação dos

tratamentos e espécies, foi selecionado como umbral inferior o valor de 75 %

de viabilidade. Apesar de arbitrário, valores inferiores, segundo Zimmerman e

Neves (2002), negariam qualquer benefício quando comparado com a

viabilidade in situ dos gloquídios. Em todos os casos, os tratamentos

submetidos a temperaturas mais baixas resultaram em uma maior

sobrevivência que àqueles submetidos a temperaturas mais elevadas (tabela 7

e 8).

Os tratamentos com água destilada e deionizada não apresentaram

diferenças significativas (p < 0,05) entre as temperaturas testadas com D.

expansus (tabela 7). Já nos experimentos com D. rotundus gratus apenas na

temperatura de 18 ºC a utilização de água deionizada proporcionou uma maior

viabilidade das larvas (p < 0,05) (tabela 9).

A utilização de uma solução de antibiótico/fungicida, após o processo de

lavagem fez com que a viabilidade dos gloquídios perdurasse por um maior

período de tempo. E que tal lavagem prévia dos gloquídios impedia a

ocorrência de fungos durante o período de incubação, aumentando desta forma

a sobrevivência das larvas.

Aqueles gloquídios que não sofreram nenhum tipo de processo (com

muco) apresentaram uma baixa viabilidade decorrente de uma forte

contaminação bacteriana logo nas primeiras 24 horas. Outro tratamento que se

mostrou ineficaz foi a utilização de uma tela de 50 µm, que ocasionou a

mortalidade total dos gloquídios, provavelmente devido ao choque mecânico

que as larvas sofreram durante a processo.

Tabela 7. Número de horas que a viabilidade dos gloquídios de D. expansus

var. 2 permaneceu acima de 75 %. Períodos dentro de uma linha seguidos por

letras diferentes foram significativamente diferentes (p < 0,05).

Temperaturas (°C)

Tratamento dos gloquídios 18 22 24

Com muco 32

Água da mina autoclavada 148

Água destilada 175

132

108

Água deionizada 178

140

108

Tela 50 µm 48

Solução antibiótico/antimicótico 196

175

157

Tabela 8. Número de horas que a viabilidade dos gloquídios de D. rotundus

gratus permaneceu acima de 75 %. Períodos dentro de uma linha seguidos por

letras diferentes foram significativamente diferentes (p < 0,05).

Temperaturas (°C)

Tratamento dos gloquídios 18 22 24

Com muco 32

Água da mina autoclavada 122

Água destilada 158

128

100

Água deionizada 164

130

104

Tela 50 µm 52

Solução antibiótico/antimicótico 187

146

122

3.3.3. Conquiliometria dos Gloquídios

O gloquídio de D. rotundus gratus apresentou as maiores médias das

medidas tomadas, com exceção do ângulo de obliqüidade, com valores de

comprimento de 294,2 µm, altura de 240,35 µm, comprimento da linha dorsal

de 215,35 µm, deslocamento da ponta ventral de 38,47 µm e um ângulo de

obliqüidade de 16°. Os gloquídios de D. expansus var.1 e var.2 apresentaram

valores médios de comprimento de 279,72 µm e 276,46 µm, de altura de

224,76 µm e 226,6 µm, do comprimento da linha dorsal de 192,55 µm e 193,3

µm, do deslocamento da ponta ventral de 26,55 µm e 18,3 µm, e do ângulo de

obliqüidade de 18,41° e 18,5°, respectivamente (tabela 9).

Tabela 9. Morfometria das conchas dos gloquídios de D. expansus var. 1, D.

expansus var. 2 e D. rotundus gratus.

Diplodon expansus var. 1

n = 40 variação moda média

desvio

padrão

cv %

Comprimento

263,3 - 300 273,3 279,72 1,65 0,5898

Altura

206,6 – 253,3 226,6 224,76 3,3 1,4682

CDC

140 - 220 193,3 192,55 13,35 6,9333

DPV

6,6 – 66,6 13,3 26,55 13,35 50,2872

A°

12 – 23,5 17 18,41 2,5 13,5777

Diplodon expansus var. 2

n = 40 variação moda média

desvio

padrão

cv %

Comprimento

260 – 293,3 280 276,46 7,56 2,7359

Altura

210 – 246,6 226,6 226,6 0 0

CDC

180 – 213,3 200 193,3 6,7 3,4661

DPV

6,6- 60 26,6 18,3 1,7 9,2896

A°

10 - 23 18 18,5 2,96 16,0161

Diplodon rotundus gratus

n = 40 variação moda média

desvio

padrão

cv %

Comprimento

276,9 – 311,5 290,4 294,83 16,91 5,7367

Altura

226,9 – 253,8 238,5 243,07 3,07 1,2650

CDC

176,9 – 253,8 207,7 219,24 3,86 1,7606

DPV

15,4 – 61,54 30,8 42,31 11,54 27,2749

A°

12 - 20 15 16,25 2,85 12,9161

Legenda: CDC, comprimento dorsal da concha; DPV, deslocamento do ponto

ventral; A°, ângulo de obliqüidade; cv, coeficiente de variação.

3.4. Cultivo “in vivo” de gloquídios

Entre as espécies coletadas de peixes, no rio Mogi Guaçu, Geophagus

brasiliensis, Hyphessobrycon eques, Cheirodon sp. e Papiliochrommis ramirezi

não se mostraram como hospedeiras para as náiades das espécies de D.

rotundus gratus, D. expansus var. 1, D. expansus var. 2 e D. martensi, já que,

independentemente da temperatura utilizada, não apresentaram nenhum

gloquídio aderido ao corpo. O mesmo ocorrendo com a espécie exótica

Oreochromis niloticus.

Já as espécies Gymnotos sp. e Randia queli, quando expostas aos

gloquídios de D. expansus var. 2 na temperatura de 24 ºC, apresentaram os

cistos 24 horas após a infestação artificial. Os gloquídios se aderiram à

nadadeira caudal e aos barbilhões de Gymnotos sp. e Randia queli,

respectivamente. A primeira espécie citada, após cinco dias, com os cistos

rasgou sua própria nadadeira, eliminando os gloquídios. Já a segunda espécie

apresentou algum tipo de resposta imunológica e os gloquídios se soltaram dos

barbilhões após quatro dias.

As espécies que se apresentaram como hospedeiras em potencial para

as espécies do gênero Diplodon coletadas e testadas foram Astianax

altparanae e Poecilia sp. Esta última por apresentar tamanho muito reduzido

(1-2,5 cm) não suportou o desenvolvimento das larvas até a metamorfose,

vindo a perecer após 7-10 dias.

A porcentagem de gloquídios metamorfoseados das diferentes espécies

testadas e o tempo de incubação das mesmas, quando postas em contato com

A. altparanae, pode ser visualizada na tabela 10.

Tabela 10. Duração do período de infestação e porcentagem de metamorfose,

em Astyanax altparanae, de acordo com a espécie de bivalve e de temperatura

do experimento.

Espécie

bivalve

Temperatura

(ºC)

Período

infestação (dias)

Metamorfose

(%)

D. rotundus gratus

20 15 5,3

22 13 3,6

D. expansus var. 1

22 12 1,2

24 9 0,8

D. expansus var. 2

20 15 1,8

24 10 1,0

D. martensi 20 18 2,4

3.5. Cultivo “in vitro” de gloquídios

3.5.1. Meio de cultura (M 199 + antibiótico/fungicida)

Os gloquídios que foram cultivados com o meio de cultura que

apresentava a solução tampão HEPES tiveram uma morte súbita durante seu

desenvolvimento (resultados nas tabelas referentes ao cultivo de gloquídio,

subitem 3.5.3.), independentemente da espécie, temperatura ou fonte protéica

utilizada. Com a retirada da solução supra mencionada, foi obtido êxito no

cultivo in vitro dos bivalves límnicos do gênero Diplodon.

A utilização da combinação antibiótico/fungicida não impediu a formação

de colônias de fungos e o aparecimento de protozoários nas culturas, mesmo

quando foi utilizado apenas o meio, sem a inclusão do plasma de peixe (figura

24).

Figura 24. Fotos das culturas de gloquídios contaminadas. A, incubação apenas

com meio de cultura; B, incubação com meio de cultura e plasma de peixe.

3.5.2. Fonte protéica

3.5.2.1. Plasma de peixe

A extração de sangue a partir da veia caudal foi satisfatória, já que foi

possível obter sangue de espécies de grande e pequeno porte (ex, Colossoma

sp. e A. altparanae, respectivamente) e ao mesmo tempo manter os peixes

vivos para utilizá-los novamente. Foi obtida uma média de 7 ml de sangue/kg

de peixe. A porcentagem de plasma, após a centrifugação do sangue, variou

entre 65 a 30 %, dependendo da espécie utilizada.

3.5.2.2. Extrato liofilizado de peixe

A preparação do extrato liofilizado de peixe é extremamente simples,

sendo que a manutenção/conservação deste extrato é bem menos trabalhosa

quando comparado com o preparo e conservação do plasma de peixe.

3.5.2.3. Plasma bovino

A obtenção do sangue bovino foi feita pelos funcionários do frigorífico e

as condições de assepsia não foram controladas. Após a obtenção do plasma,

este se mostrou viável (em contaminação ou coagulação) por um período muito

curto, de 15 dias, mesmo estando congelado.

3.5.3. Cultivo dos gloquídios

Os gloquídios incubados tanto a 24 ºC como a 20 ºC apresentaram uma

forte contaminação bacteriana, com mortalidade total no quarto dia de cultivo.

Já com a incubação dos gloquídios feita a 18 ºC foi possível cultivá-los até a

metamorfose.

A utilização do plasma de Colossoma sp., Oreochromis sp. e Cyprinus

sp., como fonte protéica para o meio de cultura, permitiu que os gloquídios de

D. fontainianus e D. expansus var. 2 se desenvolvessem até no máximo seis

dias, ocorrendo a mortalidade total após este período (tabela 11). Quando foi

utilizado o plasma de A. altparanae, extrato liofilizado de A. altparanae e

plasma bovino, como fonte protéica, os gloquídios de Diplodon martensi, D.

rotundus gratus e D. expansus var. 2 se desenvolveram até a metamorfose

(tabela 12). Com a utilização do extrato liofilizado de A. altparanae, para o

cultivo de D. rotundus gratus a taxa de sobrevivência e metamorfose foi,

respectivamente, de 40 % e 20 %. Para D. expansus var. 2 a taxa de

sobrevivência foi de 50 % com 15 % de indivíduos metamorfoseados.

Nos gloquídios de D. rotundus gratus e D. expansus var. 2 percebeu-se

uma extrusão celular a partir do dia 12, a qual permaneceu até o dia 20, sendo

posteriormente substituída pelo aparecimento do manto. Já nos gloquídios

aderidos ao peixe hospedeiro foi verificada que também ocorria uma extrusão

celular, porém apenas 1-2 dias após a metamorfose. O aparecimento dos arcos

branquiais foi notado nos gloquídios cultivados in vitro no dia 19-21. E os

gloquídios apresentaram um pé ciliado no dia 22 do cultivo, indicando a

metamorfose para a fase juvenil.

TABELA 11. Tempo de sobrevivência dos gloquídios de Diplodon fontainianus

e D. expansus var. 2 incubados a 18 ºC com plasma de diferentes espécies de

peixe como fontes protéicas na composição do meio de cultura.

D. fontainianus

D. expansus

var. 2

Plasma da

espécie

tempo de

sobrevivência

(horas)

tempo de

sobrevivência

(horas)

Colossoma sp.

36 36

Oreochromis sp.

144 120

Cyprinus sp.

144 120

A. altparanae nt 528

Legenda: nt, não testado.

TABELA 12. Porcentagem de sobrevivência (e porcentagem de metamorfose) dos

gloquídios de Diplodon rotundus gratus, D. expansus var. 2 e D. martensi incubados

a 18 ºC com diferentes fontes protéicas na composição do meio de cultura.

Fonte protéica

D. rotundus

gratus

D. expansus

var. 2

D. martensi

Plasma bovino

1 (0,1) 1 (0,08) nt

Extrato liofilizado

40 (20) 50 (15) 40 (35)

Plasma A. altparanae

nt 50 (5) nt

Legenda: nt, não testado.

3.6. Cultivo de juvenis

As espécies cultivadas, D. rotundus gratus, D. expansus var. 1 e var. 2, e D.

martensi, apresentaram o mesmo comportamento durante seu crescimento,

permitindo, desta forma, criar um protocolo para o cultivo de juvenis do gênero

Diplodon. Foi verificada a necessidade de utilizar diferentes sistemas de cultivo para

cada etapa do desenvolvimento, e este foi dividido em cultivo de juvenis pós-

metamórficos, juvenis com cinco dias, juvenis com 15 dias, e juvenis com mais de

30 dias. As tabelas com os resultados da sobrevivência dos juvenis submetidos aos

diversos tratamentos foram elaboradas com as médias de sobrevivência das

diferentes espécies testadas.

3.6.1. Juvenis pós-metamórficos (figura 25)

Os juvenis pós-metamórficos que foram mantidos nas placas de Petri

apresentaram uma melhor sobrevivência quando comparados com aqueles

mantidos nos Beckers (tabela 13). Quando comparados os tipos de

tratamentos aos quais os gloquídios foram submetidos, os melhores resultados

foram obtidos nos tratamento sem adição de alimento, independente do

recipiente utilizado. Já aqueles gloquídios que foram colocados em contato

com o sedimento apresentaram uma mortalidade significativamente maior.

Tabela 13. Sobrevivência dos juvenis pós-metamórficos do gênero Diplodon. Os

valores de sobrevivência representam uma média entre as espécies testadas.

placa de

Petri

Becker

DIA

SAL

MIC

SED

MIC+SED

SAL

MIC

SED

MIC+SED

20 20 15 15

15 15 15 15

19 10 10 5

13 7 10 7

19 10 7 0

12 5 4 0

15 0 3 0

10 0 2 0

Legenda: SAL, sem alimento; MIC, adição de microalga;

SED, presença de sedimento; MIC+SED, com alimento e sedimento.

Figura 25. Fotografias dos juvenis pós metamórficos. A, Diplodon expansus

var. 1; B, Diplodon expansus var. 2; C, Diplodon martensi; D, Diplodon

rotundus gratus. Escala = 200 µ.

3.6.2. Juvenis com 5 dias (figura 26)

Os juvenis que foram mantidos nas placas de Petri com a adição de

30000 células/ml da microalga Chlamydomonas sp, apresentaram uma maior

sobrevivência, porém sem apresentar uma diferença significativa com aqueles

que foram mantidos nas placas de Petri com a adição de sedimento, mantendo

uma sobrevivência de 80 %, 72 % e 80 %, nos tratamentos com adição de

alimento, apenas com sedimento e com adição de alimento e sedimento,

respectivamente (tabela 14).

Os indivíduos com mais de cinco dias que foram mantidos em Becker

com aeração apresentaram uma alta taxa de mortalidade. Sendo que o

tratamento com sedimento mostrou-se significativamente mais viável, com uma

sobrevivência de 66,66 %, após doze dias de experimentação.

Tabela 14. Sobrevivência dos juvenis pós-metamórficos do gênero Diplodon.

Os valores de sobrevivência representam uma média entre as espécies

testadas.

placa de Petri

Becker

DIA

SAL

MIC

SED

MIC+SED

SAL

MIC

SED

MIC+SED

10 25 25 25

10 15 15 15

7 24 22 22

5 11 14 14

5 24 20 22

5 11 13 13

2 23 20 22

0 7 10 11

2 20 19 20

0 7 10 11

0 20 19 20

0 4 10 11

0 20 18 20

0 4 10 10

Legenda: SAL, sem alimento; MIC, adição de microalga; SED,

presença de sedimento; MIC+SED, com alimento e sedimento.

Figura 26. Fotografias dos juvenis. A, Diplodon expansus var. 1 com 5 dias; B,

Diplodon expansus var. 2 com 5 dias; C, Diplodon martensi com 5 dias; D,

Diplodon rotundus gratus com 5 dias. As fotografias A, B e D foram tiradas com

microscopia de epifluorescência. Escala = 500 µ.

3.6.3. Juvenis com 15 dias (figura 27)

Os juvenis após 15 dias de cultivo apresentaram um comportamento

diferente, com uma maior sobrevivência daqueles que foram mantidos em

Beckers com aeração (tabela 15). Entre os tratamentos testados aquele que

apresentou o melhor resultado foi o com a adição de microalga e sedimento,

com uma sobrevivência de 85 %, sendo significativamente maior que os

demais, onde a sobrevivência não ultrapassou os 40 %.

Tabela 15. Sobrevivência dos juvenis com 15 dias após a metamorfose do

gênero Diplodon. Os valores de sobrevivência representam uma média entre

as espécies testadas.

Placa de Petri

Becker

DIA

SAL

MIC

SED

MIC+SED

SAL

MIC

SED

MIC+SED

10 15 20 20

9 15 18 20

8 15 18 17

5 11 18 19

3 14 14 17

2 11 17 19

0 11 14 17

1 11 17 17

0 4 8 14

1 8 11 17

0 4 8 14

0 8 11 17

0 1 8 12

0 8 8 17

0 1 7 5

0 8 8 17

Legenda: SAL, sem alimento; MIC, adição de microalga; SED,

presença de sedimento; MIC+SED, com alimento e sedimento.

Figura 27. Fotografias dos juvenis. A, Diplodon expansus var. 1 com 15 dias;

B, Diplodon expansus var. 2 com 10 dias; C, Diplodon martensi com 15 dias; D,

Diplodon rotundus gratus com 15 dias. A fotografia A foi tirada com microscopia

de epifluorescência. Escala = 500 µ.

3.6.4. Juvenis com 30 dias ou mais (figura 28)

Seguindo o protocolo de trabalho, os gloquídios recém

metamorfoseados foram mantidos em Placas de Petri (60x15 mm) com água

da mina autoclavada, previamente agitada com difusores de ar, em uma

densidade máxima de 20 juvenis/placa. A partir do quarto dia de cultivo foi feita

a adição, em dias alternados, de Chlamydomonas sp. Antes de alimentar os

juvenis, eram trocados 2/3 da água em cada Placa de Petri.

No 12

dia, os juvenis foram transferidos para Placas de Petri com uma

camada de 1 mm de sedimento arenoso (partículas < 125 µm), recebendo

alimento em dias alternados, com a troca de 2/3 da água a cada adição de

microalga. E no 20

dia os juvenis foram colocados em um Becker, de 150 ml

(densidade máxima de 50 juvenis/Becker), com 1 mm de sedimento, e

difusores de ar para manter as microalgas na coluna de água e oxigenar o

meio. Os recipientes eram lavados e o sedimento trocado quinzenalmente.

Com a metodologia empregada foi possível obter juvenis com mais de

30 dias para as espécies D. rotundus gratus, D. martensi e D. expansus var. 2.

Os juvenis de D. martensi apresentaram uma taxa de mortalidade de 65 % até

os 100 dias de cultivo, D. expansus var. 2 foi cultivado até os 65 dias com uma

mortalidade de 40 %. E os juvenis de D. rotundus gratus permaneceram vivos

até os 62 dias de cultivo.

Figura 28. Fotografias dos juvenis. A, Diplodon rotundus gratus com 30 dias;

B, Diplodon martensi com 30 dias; C, Diplodon martensi com 60 dias; D,

Diplodon martensi com 90 dias. As fotografias A, B e D foram tiradas com

microscopia de epifluorescência. Escala = 200 µ.

DISCUSSÃO

A reintrodução é uma ferramenta para a recuperação dos ambientes

degradados (Neves e Zale, 1982; Watters, 2000). Porém a capacidade de

produção de bivalves juvenis em laboratório será de pouco valor para a

conservação da biodiversidade se estes indivíduos não sobreviverem após o

lançamento (Zimmerman, 2003). A chave para esta questão é a identificação

de locais adequados para a liberação. Atualmente existem muitos locais onde

as populações são extremamente baixas ou foram extintas, mas que podem

mais uma vez apoiar populações viáveis através do aumento ou reintrodução

dos bivalves (Henley e Neves, 1999).

A preocupação com a depressão e a perda de alelos raros alimentou a

oposição à introdução de juvenis criados em cativeiro (Hoeh et al., 2009,

Rogers, 1999). Além disso, uma vez que a degradação do habitat e má

qualidade da água são duas das principais razões para o declínio inicial, não é

certo que os indivíduos propagados poderiam sobreviver e se reproduzir.

Questões de genética da conservação e qualidade do habitat, no entanto,

devem ser ponderadas contra a urgência da recuperação e da ameaça de

extinção. As reintroduções de espécies em locais históricos podem aumentar o

número de populações saudáveis e, assim, reduzir a possibilidade da extinção

de espécies perante um evento estocástico (McMahon e Bogan, 2001). Os

objetivos de restauração em longo prazo devem incluir medidas de proteção

para evitar o declínio da população, além de medidas que inclua a restauração

de habitats, a variedade de espécies de peixes que co-habitam com as

populações de bivalves e a propagação dos juvenis para reintrodução

(Zimmerman, 2003).

A propagação das náiades nos Estados Unidos começou no início de

1900 com a utilização de técnicas muito semelhantes às utilizadas hoje. Esta

experiência forneceu aos cientistas uma base para o entendimento para pelo

menos os requisitos básicos deste complexo grupo de invertebrados. Os

esforços de propagação estão atualmente limitados a técnicas in vivo, que

incluem o peixe hospedeiro (Lefevre e Curtis, 1912) e outra, in vitro, usando

meios de cultura artificiais (Isom e Hudson, 1982). No entanto, a utilização de

meios de cultura artificial pode ser a única maneira para que alguns bivalves

sobrevivam à extinção (Ahlstedt, 1981; Neves et al., 1997). Compreender a

história de vida deste grupo exclusivo de invertebrados também nos obriga a

analisar a história de vida, fisiologia, bioquímica e imunoquímica dos peixes

hospedeiros. Essa compreensão da fisiologia dos peixes hospedeiros foi um

pré-requisito para o desenvolvimento dos meios de cultura artificial (técnica in

vitro) no início de 1980, fornecendo informações sobre os requisitos específicos

de nutrientes para o suporte do desenvolvimento e crescimento dos gloquídios

(Farris e Van Hassel, 2006).

Técnicas para a determinação dos peixes hospedeiros têm sido

relatadas e utilizadas por diversos pesquisadores ao longo de décadas

(Howard, 1915; Coker et al., 1921; Penn, 1939; Cope, 1959; Giusti et al., 1975;

Jenkinson, 1982; Hove e Neves, 1991; Hoggarth, 1992; Watters e O’Dee, 1996;

Haag e Warren, 2003), enquanto alguns hospedeiros não convencionais (por

exemplo, anfíbios) também têm sido identificados como apoio à metamorfose

dos gloquídios (Seshaiya, 1969; Watters e O´dee, 1998). Algumas espécies

100

têm mostrado um grau de sucesso relativamente bom no uso de técnicas de

peixes hospedeiros, enquanto outros têm provado ser mais difícil (Jones et al.,

2006).

Através da infestação das espécies de peixes coletadas no rio Mogi

Guaçu, Geophagus brasiliensis, Hyphessobrycon eques, Cheirodon sp. e

Papiliochrommis ramirezi não foram obtidos juvenis de Diplodon rotundus

gratus, D. expansus var. 1, D. expansus var. 2 e D. martensi, pois os cistos se

desprendiam dos peixes antes de completarem a metamorfose. Esse resultado

pode ser indicativo de que há uma especificidade entre o gloquídio e o peixe.

Zale e Neves (1982), Kat (1984), Watters e O’Dee (1996) e O’Connel e Neves

(1999) afirmaram que a especificidade da associação gloquídio / peixe varia

com a espécie de bivalve. Assim, se um gloquídio se fixa a um peixe não-

hospedeiro, um cisto anormal se forma e cai após poucos dias de infestação.

Esse processo é atribuído a uma imunidade natural do peixe não-hospedeiro

às espécies de bivalve (Arey, 1932; Meyers et al., 1980; Waller e Mitchell,

1989; Kirk e Layzer; 1997). Entretanto, Dudgeon e Morton (1984) ao estudarem

a intensidade de parasitismo, em larvas de Anodonta woodiana, encontraram

uma incidência maior em peixes exóticos do que em espécies nativas.

Técnicas para determinar a viabilidade de peixes hospedeiros incluem o

uso de tanques com aeração, a colocação direta na brânquia, bem como a

utilização de anestésicos para reduzir o estresse sobre o peixe (Zale e Neves,

1982; Henley e Neves, 1999; Zimmerman, 2003). Apesar de modificações

nessas técnicas terem sido relatadas por vários pesquisadores, a abordagem

fundamental é a mesma. Tanques com aeração são frequentemente utilizados

quando há gloquídios viáveis, e são utilizadas várias espécies de peixes com

101

escalões etários. No entanto, se os gloquídios são limitados e / ou os peixes

são de menor tamanho ou têm brânquias de pequeno porte, a colocação direta

na brânquia, utilizando pipetas, é uma alternativa viável às técnicas com

tanques com ar para fixação dos gloquídios. Anestesiar os peixes antes do

encistamento é incerto, uma vez que os possíveis efeitos do anestésico podem

inadvertidamente, danificar a adesão dos gloquídios e sua posterior

metamorfose.

O encistamento dos gloquídios pode variar de alguns dias a vários

meses, dependendo da espécie de bivalve, da saúde dos peixes (se o

indivíduo está estressado ou doente devido a outros fatores ambientais), da

temperatura da água, e talvez de outras variáveis atualmente desconhecidas

(Mansur, 1999; Zimmerman e Neves, 2002; Zimmerman, 2003).

Em nosso estudo, os gloquídios de D. rotundus gratus e D. martensi, D.

expansus var.1 e D. expansus var. 2 permaneceram encistados por 9-18 dias

em Astyanax altparanae (tabela 11). D. charruanus, segundo Bonetto (1954),

permaneceu encistado por um período de 10 a 20 dias em Hoplias

malabaricus. No entanto, Bonetto e Ezcurra (1963) encontraram um período

parasitário mais longo para D. delodontus delodontus, de 25 a 30 dias. Mansur

(1999) infestou espécimes de Gymnogeophagus gymnogenys com gloquídios

de D. martensi, os quais permaneceram encistados por 30 dias.

Foi possível observar que existe uma relação entre a temperatura e o

período de incubação, assim, em temperaturas mais baixas, o período de

infestação é relativamente maior (tabela 11). Nos experimentos de Bonetto

(1954) e Bonetto e Ezcurra (1963) não houve menção quanto às temperaturas

em que foram realizadas as infestações. Dudgeon e Morton (1984) realizaram

102

infestações com gloquídios de Anodonta woodiana e encontraram períodos de

infestação que variam de 14 a 25 dias em 15 ºC; de 8 a 12 dias em 22 ºC; e de

6 a 11 dias em 27 ºC. Tompa (1979) em infestações realizadas em Poecilia

reticulata com larvas de Lasmigona compressa a 20 ºC obteve um período de

10 a 12 dias de parasitismo. Zale e Neves (1982) utilizaram gloquídios de

Villosa nebulosa a 24,7 ºC e encontraram um período de infestação que variou

de 10 a 21 dias. O período de parasitismo mais longo, 40 a 50 dias, foi obtido

por Telda e Fernando (1969) que usaram larvas de Lampsilis radiata

siliquoidea a 15ºC.

Alternativamente, a sobrevivência dos peixes pode ser comprometida

pela infestação excessiva dos gloquídios resultando na limitação das trocas

gasosas através das lamelas branquiais. Enquanto a relação de 50-100

gloquídios por brânquia para peixes com 15-25 cm de comprimento, tem sido

relatada como adequada (Hove et al., 2000), em nosso estudo foi utilizada uma

relação de 200 gloquídios por peixe (com tamanho médio de 5 cm). Porém,

outros autores têm infestado os peixes hospedeiros com milhares de gloquídios

e conseguido sucesso na metamorfose e mantido a viabilidade dos peixes,

uma vez removidos dos tanques (Milam et al., 2000; Winterringer, 2004).

A quantidade de indivíduos metamorfoseados utilizando-se as técnicas

in vivo de cultivo normalmente é muito baixa. No presente estudo, através das

infestações de várias espécies do gênero Diplodon em A. altparanae, foi obtido

uma porcentagem de metamorfose de apenas 5,3 a 0,8 % (tabela 11). Bigham

(2002), estudando as espécies Venustaconcha ellipsiformis, Etheostoma

spectabile e E. caeruleum cita uma taxa de metamorfose média menor que 5

%. Em outro estudo realizado por Gray e colaboradores (2002) com Strophitus

103

undulatus, utilizando diversas espécies de peixes hospedeiros, a porcentagem

de metamorfose obtida, após um período de 10 dias de incubação, variou de 2

a 51 %.

De certa forma, o cultivo in vivo de bivalves tende a imitar a natureza.

Porém esta pretensão envolve um alto labor e custo para a realização de testes

de viabilidade de potenciais peixes hospedeiros (Hove et al., 2000), assim

como, o conhecimento dos mesmos (Henley e Neves, 1999). Entretanto, tanto

na natureza como em laboratório, é observada uma alta taxa de mortalidade

causada por bactérias, fungos e protozoários (Young e Williams, 1984a, b), o

que levou os pesquisadores a buscarem outra alternativa, o cultivo artificial ou

in vitro.

Os cultivos de gloquídios in vitro têm-se revelado bastante eficiente

quando comparado com os cultivos in vivo. Neste estudo, D. rotundus gratus

apresentou quatro vezes mais juvenis metamorfoseados e D. expansus var. 2

7,5 vezes quando cultivados com o liofilizado de peixe e comparados com o

cultivo in vivo. Estudos semelhantes produziram cerca de dez a vinte vezes

mais juvenis a partir de vários meios de cultura artificial (Hudson e Isom, 1984;

Hudson e Shelbourne, 1990).

O interesse em aumentar a produção de bivalves através da utilização

de cultura artificial foi visto no início do século XX, quando Ellis e Ellis (1926)

relataram o sucesso da primeira cultura para a transformação de gloquídios

após excisão destes a partir do tecido branquial dos seus peixes hospedeiros.

Infelizmente, os detalhes de suas soluções nunca foram publicados (Farris e

Van Hassel, 2006). Muito mais tarde, no início de 1980, o interesse na cultura

artificial de gloquídios foi revista por Isom e Hudson (1982), que relataram o

104

sucesso na transformação de várias espécies, sem a utilização de um

hospedeiro. Esta técnica começou como uma modificação de técnicas

modernas de cultura celular e fez uso de uma mistura de aminoácidos,

vitaminas e glicose em solução Ringer de Unionídeo (Ellis et al., 1930),

juntamente com a adição de plasma de peixes como uma fonte de proteínas,

além de estimulantes de crescimento, hormônios, etc. Embora este trabalho

começasse através da mistura desses componentes a partir do zero (usando

as concentrações encontradas no plasma dos peixes como orientação),

Hudson e Isom (1984) também relataram o sucesso usando pré-misturas,

comercialmente disponíveis como meio de cultura de células (solução de

Eagles com aminoácidos essenciais e não essenciais e M 199), que contém

quase todos esses aminoácidos em concentrações elevadas ou superiores aos

encontrados no plasma dos peixes.

Essa mistura tem sido usada para produzir milhares de bivalves juvenis

(Johnson et al., 1993; Hudson et al., 1994; Hudson et al., 1996; Barfield et al.,

1997; Clem, 1998), sendo, porém pouco conveniente para o uso em alguns

laboratórios devido à exigência de um pronto fornecimento de peixe para que o

sangue possa ser extraído e separado em plasma e não componentes do

plasma. Devido a este inconveniente e porque a utilização de plasma de peixes

apresenta grande variação nos resultados, devidos às condições destes,

Hudson e Shelbourne (1990) tentaram desenvolver um meio alternativo que

fosse livre de soro / plasma ou um meio com soro disponível comercialmente.

Keller e Zam (1990) abordaram pela primeira vez a modificação da cultura de

gloquídios, demonstrando que outros soros podem ser substituídos pelo

plasma de peixes, com o soro de cavalo produzindo os melhores resultados.

105

Mas trabalhos realizados por Uthaiwan et al. (2001, 2002) confirmaram uma

maior afinidade dos gloquídios por plasma de peixe quando comparado com

um meio contendo soro de cavalo. A utilização de extrato liofilizado de peixe, A.

altparanae, neste trabalho, demonstrou ser possível o cultivo in vitro, de

maneira simples, econômica e eficiente.

Na técnica de cultura com meio artificial os gloquídios são removidos,

como descrito por Hudson e Isom (1984), ou de preferência usando uma

seringa com água para retirar as larvas do marsúpio (Uthaiwan et al., 2001,

2002; Lima et al., 2006), porém, neste trabalho, preferiu-se optar pela liberação

natural dos gloquídios para evitar a utilização de gloquídios não maduros. No

entanto, diferente das publicações anteriores, onde os gloquídios são lavados

três a quatro vezes em água de rio autoclavada ou água reconstituída e uma

lavagem final com solução de Ringer para Unionídeo ou uma solução de Hank

(Hudson e Isom, 1984; Milam et al. 2000), os gloquídios foram lavados

repetidas vezes com água destilada e uma lavagem final com uma solução de

antibióticos, sendo, posteriormente, colocados para incubar em meio de

cultura.

O meio original era composto de uma solução de Eagles com

aminoácidos essenciais e não essenciais em um Ringer para Unionídeo

contendo NaHCO

para controle de pH, vitaminas, antibióticos e glicose como

parte artificial, e plasma de peixes como fonte de proteína natural, em uma

proporção final de dois terços de meio artificial e de um terço de plasma (Isom

e Hudson, 1982). Como mencionado anteriormente, outros meios foram

testados por Hudson e Shelbourne (1990), tendo sido testadas as variações

dos seguintes componentes específicos do meio artificial:

106

Equilíbrio iônico: inicialmente, Isom e Hudson (1982) usaram uma modificação

do Ringers para Unionídeo descrito por Ellis et al. (1930), porém, os testes

mostraram que preparados de soluções salinas equilibradas como solução de

Earle ou de Hank (Sigma) são úteis na lavagem dos gloquídios, bem como na

sua transformação artificial, embora o rendimento possa ser ligeiramente

inferior.

Fonte protéica: o plasma de peixe foi utilizado por Isom e Hudson (1982) como

aditivo protéico. Hudson e Shelbourne (1990) trabalhando com U. imbecillis

demonstraram que o soro de coelho também pode ser empregado como fonte

protéica. Demonstraram ainda que, o desempenho do soro de coelhos é

melhor do que de suíno, eqüino, ovino, de frango, bovino e soro fetal Estes

resultados diferem dos achados de Keller e Zam (1990) que relataram que o

soro de cavalo era mais eficiente como aditivo protéico. A combinação dos

soros e plasmas mencionados também foi testada por Hudson e Shelbourne

(1990), os quais sugerem utilizar a combinação de plasma de peixes / soro de

coelho a qual promove um desenvolvimento normalmente igual, ou melhor, do

que plasma de peixe sozinho. Uma vez que alguns laboratórios não têm

acesso a plasma de peixes, e uma vez que as taxas de infecção são menores

quando se utiliza soro estéril obtido a partir de empresas de fornecimento de

bioquímica, o soro de coelho foi considerado como a melhor alternativa por

Farris e Van Hassel (2006). Em um caso, gloquídios de Elliptio angustata

cultivados em soro de coelho superou significativamente o plasma de peixes

nas taxas de transformação (Hudson e Shelbourne 1990). Embora os valores

encontrados no presente estudo, com a utilização do extrato liofilizado de

peixe, sejam menores do que os encontrados na literatura, eles foram bem

107

superiores aos valores de metamorfose obtidos através da infestação dos

peixes hospedeiros. Além disso, a preparação e conservação do extrato são

bem mais simples e não requer a manutenção de peixes no laboratório.

Antibióticos / Antimicóticos: várias lavagens dos gloquídios retirados do

marsúpio, como descrito anteriormente, são essenciais para reduzir a taxa de

infecções por bactérias e fungos. Também ajudam a garantir uma baixa taxa de

infecção os antibióticos (por exemplo, penicilina e estreptomicina) e

antimicóticos (por exemplo, a anfotericina B). Estes que são normalmente

encontrados na maioria das culturas celulares e foram os primeiros a serem

utilizados no desenvolvimento dos meios para a manutenção e metamorfose

dos gloquídios (Isom e Hudson, 1982). Melhorias dessas técnicas foram feitas

por isolamento e cultivo de culturas de bactérias provenientes dos gloquídios e

medindo as zonas de inibição de cerca de uma dúzia de antibióticos

disponíveis comercialmente (Hudson e Isom, 1984). Os três antibióticos (ie,

carbenicilina, sulfato de gentamicina e rifampicina) com os melhores efeitos

inibitórios foram relatados por Isom e Hudson (1982) e atualmente são aqueles

usados em todos os laboratórios que trabalham com culturas de gloquídios.

Muito mais tarde, as bactérias que foram isoladas, pela técnica de swab, das

brânquias de Amblema plicata, P. catarata, e U. Imbecillis foram identificadas e

medidas para efeitos inibidores (por exemplo, o crescimento) por quinze

antibióticos (Loveless et al., 1999). O pressuposto deste trabalho é que a

contaminação da cultura artificial de gloquídios provavelmente vem do tecido

branquial do pai, que abriga estes gloquídios. Os antibióticos mais eficazes

contra as dezenas de bactérias isoladas foram neomicina, ciprofloxacina e

polimixina B. Uma vez que o efeito destes nunca foi avaliado no sucesso da

108

metamorfose, uma mistura de antibióticos, incluindo dois destes novos

antibióticos foi testada contra um controle de antibióticos padrão no efeito sobre

a transformação de U. Imbecillis (Hudson e Isom, 1984). Uma vantagem de

usar este aumento do número de antibióticos seria que um largo espectro de

bactérias pode ser mais bem controlado do que com o uso dos antibióticos

originalmente descritos por Isom e Hudson (1982). A solução antimicótica /

fungicida da Invitrogen (tabela 3) não continha toda a gama de antibióticos

citados pelos autores anteriores, o que pode ter sido um dos fatores de

contaminação durante a incubação dos gloquídios (figura 24).

Outros componentes do meio: a maioria dos outros componentes do meio

permaneceu a mesma como descrito primeiramente por Isom e Hudson (1982).

Os aminoácidos essenciais e não essenciais da solução de Eagles são

misturados com o Ringer de Unionídeo com a adição de taurina e ornitina. As

culturas parecem seguir bem sem a adição destes dois últimos aminoácidos,

mas uma vez que estes são encontrados no plasma de peixes e uma vez que

algumas espécies de bivalves podem exigir esses dois aminoácidos, eles ainda

são utilizados na maioria das culturas. L-glutamina deve ser adicionada

semanalmente, devido à sua incapacidade de manter-se estável em solução.

Outros meios de cultura (por exemplo, M 199) também foram bem sucedidos

na transformação, mesmo que sua composição varie ligeiramente do meio

modificado de Eagles (Isom e Hudson, 1982, Keller e Zam, 1990).

Gloquídios desenvolvidos artificialmente parecem ter um menor teor de

lipídios do que aqueles em desenvolvimento aderidos aos peixes (Fisher e

Dimock, 2002). Tankersley (2000) mostrou que os níveis lipídicos em

gloquídios e juvenis variam de acordo com cada desova, sendo influenciado

109

pelo bivalve-mãe. Além disso, indicou que o tipo de meio de cultura influenciou

o teor de lipídios dos gloquídios e desenvolvimento dos juvenis subseqüentes.

Fisher (2002) demonstrou que gloquídios desenvolvidos em meio artificial, com

soro de coelho como fonte protéica, apresentaram menores teores de lipídios

do que aqueles metamorfoseados nos peixes hospedeiros. Hudson e Isom

(1984) compararam as taxas de transformação com meios contendo óleo de

lula (Artemate, Argent Chemical Laboratories) e óleo de fígado de bacalhau.

Embora as taxas variem, o óleo de fígado de bacalhau parecia ser melhor do

que o óleo de lula e também resultou em menores taxas de infecção fúngica.

Pensa-se que a adição deste óleo aumenta o armazenamento de lipídios dos

gloquídios (Tankersley, 2000).

Com a utilização do extrato liofilizado de A. altparanae, no o cultivo de D.

rotundus gratus a taxa de sobrevivência e metamorfose foi, respectivamente,

de 40 % e 20 %. Para D. expansus var. 2 a taxa de sobrevivência foi de 50 %

com 15 % de indivíduos metamorfoseados. Isom e Hudson (1982) e Hudson e

Shelbourne (1990) mostraram que a taxa de transformação dos gloquídios com

a inclusão do plasma do peixe, variou entre 50 a 78 % de indivíduos

metamorfoseados. Uthaiwan e colaboradores (2001, 2002, 2003)

desenvolveram uma técnica simples de cultura de gloquídios em meio artificial,

que resultou em uma alta taxa de metamorfose (85 a 100 %), trabalhando com

H. myersiana. Resultados semelhantes foram obtidos com a espécie européia

A. cygnea, que apresentaram uma sobrevivência larval de 34,3 %, enquanto

que a proporção de larvas que sofreram metamorfose foi de 60,8 % (Lima et

al., 2006).

110

Mesmo não conseguindo os valores de sobrevivência e metamorfose

que autores anteriores obtiveram a utilização de extrato de liofilizado de A.

altparanae, como fonte protéica do meio de cultura, forneceu os componentes

necessários para o desenvolvimento dos gloquídios das espécies testadas.

Apesar de não dispormos da composição de aminoácidos essenciais e não

essenciais de A. altparanae, apenas a composição corporal, 13,45 % de

proteína e 6,05 % de gordura (Cotan et al., 2006), nossos resultados sugerem

uma eficiência na sobrevivência pós-metamórfica, com sobrevivência de 75%

após 30 dias. Autores como Hudson e Isom (1984), não conseguiram manter

os juvenis pós-metamórficos por mais de uma semana trabalhando com as

espécies de L. ovata, Fusconaia ebena, Ligumia recta, Pleurobema cordatum e

Carunculina moesta. Uthaiwan et al. (2001) utilizando meio de cultura M 199

com plasma de Oreochromis niloticus e soro de cavalo, não conseguiu manter

os juvenis pós-metamórficos de H. myersiana por mais de 10 dias. Uthaiwan et

al. (2002), comparou o efeito do plasma de várias espécies de peixe,

encontrando valores de sobrevivência pós metamórfica de 2 meses, 1 mês, 2-3

semanas e 1-2 semanas com carpa comum, Tilápia do Nilo e hibrido catfish,

soro de cavalo e striped catfish, respectivamente. Estudos de Lima et al. (2006)

utilizando A. cygnea, cultivada em meio M 199 com plasma de C. carpio logrou

uma sobrevivência pós-metamórfica de 15 dias.

Um estudo realizado por Hudson e Isom (1984) foi talvez a primeira

tentativa bem sucedida para o cultivo de juvenis de bivalves de água doce em

laboratório. Desde então, os esforços por Buddensiek (1995), Gatenby et al.

(1997), O'Beirn et al. (1998), Hanlon (2000), Jones et al. (2005) e outros

estudos não publicados têm diversificado e melhorado as técnicas de cultura.

111

Gatenby et al. (1997) utilizaram placas de Petri com ar para cultivar juvenis de

Villosa iris, enquanto O'Beirn et al. (1998) utilizou sistemas de recirculação para

estudos com L. fasciola. Os juvenis do gênero Diplodon apresentaram uma boa

sobrevivência quando mantidos em placas de Petri e apenas após 15 dias

serem transferidos para frascos maiores, com aeração. Provavelmente os

resultados são devido à alimentação podal que os juvenis apresentam logo

após a metamorfose (Yager et al., 1994), e ao menor estressse causado pelas

borbulhas de ar (Gatenby et al., 1997). Jones et al. (2005) projetaram um

sistema de recirculação tipo "mesocosmo" para uma variedade de espécies de

bivalves. O mesocosmo é um sistema de recirculação com estágios

incorporando vários processos biológicos naturais, incluindo o crescimento de

bactérias e a decomposição de detritos. Esta abordagem de mesocosmo tenta

imitar um riacho natural e proporciona uma dieta mais diversificada para os

jovens recém-metamorfoseados. Todos estes sistemas, no entanto, necessitam

de manutenção freqüente e suplementação alimentar com algas cultivadas.

Juvenis de U. Imbecillis e Epioblasma triquetra foram cultivados com sucesso

em um meio com água do rio exposta ao sol por 1-4 dias para aumentar a

concentração de algas. Além disso, a adição de silte melhorou o crescimento

dos juvenis em ambas as espécies, enquanto que a alimentação artificial,

cultura mista de três espécies de algas resultou em inanição (Hudson e Isom,

1984). Uma observação apoiada por estudos realizados por Yeager et al.

(1994) sugerem que os juvenis pós-metamórficos se alimentam principalmente

de água intersticial do sedimento, através do sulco podal, de modo que o silte e

microdetritos e bactérias associados podem ser sua principal fonte de alimento.

112

No entanto em experimentos com sedimentos do rio, os juvenis mostram

uma sobrevida de 50-60% em relação aos juvenis mantidos em uma cultura

simples e estática por 90 dias (Hudson e Roberts, 1997, Hudson e McKissic,

1999). Beck (2001) e Gatenby et al. (1997) demonstraram a importância do

sedimento nos cultivos de juvenis de bivalves. O mesmo foi constatado para os

juvenis do gênero Diplodon. Porém a utilização de sedimento mostrou-se eficaz

somente quando utilizado em juvenis com 12 dias de vida (tabela 16).

A causa de maior mortalidade no cultivo dos juvenis, no presente

trabalho, foi devido à predação por Turbellaria e Protistas. Outros autores citam

a predação como causa da dificuldade do cultivo. A taxa média de predação de

Macrostomum tuba (Platyhelminthes, Turbellaria) em juvenis de bivalves

(número de juvenis consumidos por verme por hora) foi de 0,26 ± 0,17 quando

o substrato estava ausente e 0,43 ± 0,18 quando o substrato estava presente

(Delp, 2002). Barnhart et al. (2008) relata que tanto Macrostomum e

Microstomum ingerem juvenis de unionídeos. Henley et al. (2001) descreveu M.

tuba como sendo um problema na instalação da cultura de náiades no Virginia

Polytechnic Institute.

Técnicas que incluem o uso de peixes hospedeiros (in vivo) e métodos in

vitro têm gerado juvenis viáveis para vários objetivos, incluindo testes de

toxicidade, monitoramento in situ, bem como ajudar a estabilizar o declínio das

populações através dos planos de recuperação de espécies e habitats

degradados (Jacobson et al., 1993; Yeager et al., 1994).

A geração de juvenis também pode auxiliar na identificação taxonômica

das espécies. Segundo Bonetto, (1961a), além de conhecer conquiliologia e

caracteres morfológicos do adulto, o ideal para se estudar a sistemática do

113

gênero Diplodon é conhecer as características morfológicas dos gloquídios,

pois estas são sempre preservadas em qualquer que seja a distribuição

geográfica e o meio em que as espécies vivem.

As características gloquidiais ajudam na identificação e classificação

desse grupo de moluscos no qual indivíduos juvenis ou adultos frequentemente

não fornecem critérios diagnósticos interespecíficos (Mansur e Silva, 1999).

Uma característica de valor taxonômico, citada por Bonetto (1959b) e

Mansur e Campos-Velho (1990), seria a morfometria da concha gloquidial.

Os valores para todos os parâmetros medidos nas três espécies

estudadas encontram-se muito próximos dos encontrados por Mansur e Silva

(1999) para cinco espécies de Diplodon: D. martensi, D. berthae, D. koseritzi,

D. ihering e D. charruanus. As espécies D. expansus var. 1 e D. expansus var.

2 apresentaram variação de comprimento semelhante a D. ihering, com 260 µm

a 300 µm de comprimento. No que diz respeito à altura, D. berthae, com

variação de 210 µm a 250 µm, foi aquele que mais se assemelhou às espécies

do presente estudo.

Os deslocamentos da ponta ventral de D. expansus var. 1 e D. expansus

var. 2 são menores do que os valores encontrados por Mansur e Silva (1999)

nas outras espécies de Diplodon, enquanto que os ângulos de obliqüidade são

maiores. O gloquídio de D. rotundus gratus foi o que apresentou as maiores

dimensões entre as três espécies estudadas, exceto pelo ângulo de

obliqüidade. Através do teste ANOVA foi possível inferir que D. rotundus gratus

apresenta diferença significativa em relação D. expansus var. 1 e D. expansus

var. 2 para p< 0,01. No entanto, os ângulos de obliqüidade de D. expansus var.

1 e D. expansus var. 2 não são significativamente diferentes. Mansur (1999)

114

não realizou testes estatísticos para as medidas morfométricas das larvas

encontradas nas espécies de Diplodon que estudou.

Essa dificuldade de identificação das espécies do gênero Diplodon ficou

evidenciada nos resultados observados no presente trabalho, no caso de D.

expansus (figura 17). Porém a discussão em relação a grande plasticidade da

espécie D. expansus é anterior.

A descrição de D. expansus feita por Kuster (1856), feita inteiramente

baseada na concha, é muito similar às descrições feitas por Ihering (1893) para

D. greeffeanus. A localidade tipo da descrição de Kuster foi rio Conigo, Nova

Friburgo, enquanto que a espécie descrita por Ihering provem do rio Piracicaba,

São Paulo.

Ortmann (1921) fez uma série de revisões na identificação das espécies

de náiades da América do Sul, e através da anatomia macroscópica

(brânquias, palpos, manto), dividiu o grupo do D. expansus em D. expansus, D.

mogymirim e D. greeffeanus. E desta forma, descreve a espécie D. mogymirim,

com características da concha muito similar a D. greeffeanus, mas com uma

anatomia das aberturas, brânquias e palpos diferentes. A abertura exalante é

parecida com uma fenda, fechada dorsalmente; a porção fechada não é mais

que duas vezes a porção aberta. Abertura exalante tão comprida quanto a

inalante, separada dela por uma conexão sólida do manto. Abertura inalante

com papilas distintas. Palpo moderado, subtriangular, margem posterior

conectada por cerca de um terço do seu comprimento. Demibrânquia externa

subtriangular, levemente mais larga que a interna posteriormente; a interna

subtrapezoidal, mais larga que a externa anteriormente, sua porção anterior

115

imediatamente atrás do palpo. Lamela interna da brânquia interna totalmente

conectada com o saco abdominal.

Simone (2006), seguindo a proposta feita por Haas (1945) e Bonetto

(1965), agrupa D. mogymirim e D. greeffeanus sob D. expansus, como

sinonímias. Porém, como ressaltado por Bonetto (1965), Haas distinguiu esta

espécie compreendendo nela um conjunto de formas bem heterogêneas. Tais

conclusões foram feitas com base em características conquiliológicas,

normalmente sobre a escultura umbonal.

Os três grupos de D. expansus apresentaram características

morfológicas das brânquias bem distintas (figura 20), porém o número reduzido

de animais dissecados não permitiu extrair nenhuma conclusão.

116

CONCLUSÃO

Com base nos resultados obtidos, foi possível estabelecer uma

metodologia para a reprodução e o cultivo dos bivalves do gênero Diplodon. De

forma resumida, a metodologia consta:

- lavagens dos gloquídios, eliminados naturalmente, com água destilada e uma

lavagem final com uma solução de antibiótico / antimicótico.

- incubação dos gloquídios (100-150 gloquídios/placa) em placa de Petri (60x15

mm), com meio artificial composto de dois terços de meio de cultura M 199 e

um terço de uma solução de extrato liofilizado de peixe, como fonte protéica,

mais a adição de antibióticos e antimicóticos.

- os gloquídios recém metamorfoseados são mantidos em placas de Petri com

água da mina autoclavada, previamente agitada com difusores de ar

- no quarto dia de cultivo é feita a adição de alimento.

- no décimo segundo dia os juvenis são transferidos para placas de Petri com

uma camada de 1 mm de sedimento arenoso.

- e no vigésimo dia são colocados em Becker, com 1 mm de sedimento, e

difusores de ar para manter as microalgas na coluna de água e oxigenar o

meio.

Apesar dos resultados satisfatórios na reprodução dos bivalves,

incubação e metamorfose dos gloquídios e cultivo de juvenis das espécies de

bivalves límnicos do rio Mogi Guaçu, para um plano de repovoamento fica

evidenciada a necessidade de estudos taxonômicos mais aprofundados. E

justamente pela falta desses estudos, todo o programa de reintrodução deve

preocupar-se em utilizar os animais de sua própria bacia hidrográfica.

117

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137

ANEXOS

ANEXO A. Distribuição atual da família Hyriidae, no Brasil, segundo Simone (2006)

Superfamília UNIONOIDEA

Família HYRIIDAE

Sub família HYRIINAE

Gênero

Triplodon

Triplodon chodo Bacia do Amazonas, Bacia das Guianas

Gênero Prisodon

Prisodon corrugatus Bacia do Amazonas

Prisodon obliquus Bacia do Amazonas

Gênero Paxyodon

Paxyodon syrmatophorus Bacia do Amazonas

Gênero Callonaia

Callonaia duprei Bacia do Amazonas

Gênero Castalia

Castalia ambigua Bacia do Amazonas, Tocantins, São Francisco, Paraná e Prata

Castalia inflata Bacia do Paraná

138

Castalia martensi Bacia do Baixo Paraná, Sul do Brasil, Uruguai e Microbacias Atlântico

Castalia multisulcata Antilhas, Venezuela, Guianas, Colombia, Acre, Microbacias Atlântico

Castalia nehringi Bacia do Alto Paraná

Castalia orinocensis Rio Orinoco

Castalia psamoica Bacia do Paraná

Castalia undosa Bacia do Alto Paraná

Gênero Castaliella

Castaliella sulcata Guiana, Suriname, Bacia do Amazonas

Gênero

Diplodon

Diplodon besckeanus Microbacias Atlântico (BA a SP)

Diplodon delodontus Bacia do Paraná, Microbacias Atlântico (RS a Uruguai)

Diplodon ellipticus

Bacia do Alto São Francisco, Bacia do Alto Paraná, Microbacias Atlântico

(ES a RS)

Diplodon expansus Bacia do Alto Paraná, Microbacias Atlântico (RS a Uruguai)

Diplodon fontainianus Bacia do Alto Paraná, Microbacias Atlântico (ES a PR)

Diplodon granosus Bacia do Amazonas, Bacia do Paraná, Microbacias Atlântico (BA a SP)

Diplodon multistriatus Bacia do Amazonas, Bacia do Paraná, Microbacias Atlântico (BA a SC)

Diplodon parallelipipedon Bacia do Amazonas, Bacia do Paraná

Diplodon parodizi Bacia do Amazonas, Bacia do Paraná

Diplodon patagonicus Patagônia, Argentina

139

Diplodon rhuacoicus

Bacia do Amazonas, Bacia do Paraná, Microbacias Atlântico (RJ a

Uruguai)

Diplodon wymanii Bacia do Médio-Baixo Paraná

Gênero Rhipidodonta

Rhipidodonta burroughiana Bacia do Amazonas, Bacia do Paraná

Rhipidodonta charruana Bacia do Paraná, Microbacias Atlântico (SP a Uruguai)

Rhipidodonta funebralis Bacia do Baixo Paraná

Rhipidodonta grata Bacia do Paraná

Rhipidodonta hylaea Bacia do Amazonas, Bacia do Paraná

Rhipidodonta rhombea Bacia do Amazonas, Bacia do São Francisco

Rhipidodonta suavidica Bacia do Amazonas, Bacia do São Francisco

Rhipidodonta variabilis Bacia do Paraná

140

Anexo B. Parâmetros abióticos medidos no ponto de coleta no rio Mogi Guaçu, município de Porto Ferreira, São Paulo.

2007 2008

Out Nov Dez Jan Fev Mar Abr Mai Jun Jul Ago Set Out

Turbidez

(NTU)

15,9 50,5 50,0 167,0 147,0 157,0 87,0 38,9 32,4 28,4 37,1 24,1 19,3

Oxigênio dissol.

(g/ml)

6,2 6,9 7,3 7,6 8,2 7,9 7,2 9,5 9,2 8,8 9,1 9,1 10,2

Temperatura

(ºC)

25,7 25,8 28,0 23,0 25,0 21,5 21,4 19,0 20,2 19,1 20,2 22,4 23,1

Condut. elétrica

(US)

106,7 107,3 103,4 107,1 96,2 66,8 69,4 76,4 68,7 75,3 79,2 67,8 72,3

Vazão do rio

/s)

90,40 154,98

297,97

294,86

229,60

152,63

120,79

106,27

79,54

61,69

63,01 66,99

Obs: os dados da vazão do rio são referentes a uma média mensal entre os anos de 1997 a 2007.

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