( PDF ) Levantamento de sarcofagídeos (diptera) do Brasil incluindo a caracterização molecular de Peckia (Pattonella) Intermutans (Walker)

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LEVANTAMENTO DE SARCOFAGÍDEOS (DIPTERA) DO

BRASIL INCLUINDO A CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR DE

ECKIA

ATTONELLA

)

INTERMUTANS

(WALKER)

JANDUI ALMEIDA AMORIM

Dissertação apresentada ao Instituto de

Biociências, Câmpus de Botucatu, UNESP,

para obtenção do título de Mestre no

Programa de Pós-Graduação em Biologia

Geral e Aplicada e Área de concentração em

Biologia de parasitas e microorganismos.

Patrícia Jacqueline Thyssen (orientadora)

BOTUCATU – SP.

2009

Campus de Botucatu

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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA

“Júlio de Mesquita Filho”

INSTITUTO DE BIOCIÊNCIAS DE BOTUCATU

LEVANTAMENTO DE SARCOFAGÍDEOS (DIPTERA) DO

BRASIL INCLUINDO A CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR DE

ECKIA

ATTONELLA

)

INTERMUTANS

(WALKER)

JANDUI ALMEIDA AMORIM

PATRICIA JACQUELINE THYSSEN

Dissertação apresentada ao Instituto de Biociências,

Campus de Botucatu, UNESP, para obtenção do título

de Mestre no Programa de Pós-Graduação em

Biologia Geral e Aplicada e Área de concentração em

Biologia de parasitas e microorganismos.

Patrícia Jacqueline Thyssen (orientadora)

BOTUCATU – SP.

2009

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FICHA CATALOGRÁFICA ELABORADA PELA SEÇÃO TÉCNICA DE AQUISIÇÃO E TRATAMENTO

DA INFORMAÇÃO

DIVISÃO TÉCNICA DE BIBLIOTECA E DOCUMENTAÇÃO - CAMPUS DE BOTUCATU - UNESP

BIBLIOTECÁRIA RESPONSÁVEL: Selma Maria de Jesus

Amorim, Jandui Almeida.

Levantamento de sarcofagídeos (Diptera) do Brasil incluindo a

caracterização molecular de Peckia (Pattonella) intermutans (Walker) / Jandui

Almeida Amorim – Botucatu: [s.n.], 2009.

Dissertação (mestrado) – Universidade Estadual Paulista, Instituto de

Biociências, Botucatu, 2009.

Orientadora: Patrícia Jacqueline Thyssen

Assunto CAPES: 20400004

1. Parasitologia 2. Microorganismos 3. Entomologia forense

4. Moscas

CDD 595.7

Palavras-chave: DNAmt; Entomologia Forense; Genética de populações;

Muscomorpha; Taxonomia.

“O primeiro pecado da humanidade foi a fé;

a primeira virtude foi a dúvida”.

Carl Sagan

“A água em estado líquido é uma condição necessária

para a vida da forma como a conhecemos, mas está longe de ser

suficiente. A vida ainda tem de se originar na água, e a origem da vida

pode ter sido um acontecimento altamente improvável. A evolução

darwiniana prossegue faceiramente depois que a vida se origina. Mas

como a vida começou? A origem da vida foi o evento químico, ou a

série de eventos, através dos quais as condições vitais para a seleção

natural surgiram pela primeira vez. O principal ingrediente foi a

hereditariedade, seja o DNA ou (mais provavelmente) alguma coisa

que faz cópias como o DNA, mas com menos precisão, talvez seu primo,

o RNA. Uma vez que o ingrediente vital — algum tipo de molécula

genética — está no lugar certo, a seleção natural darwiniana pode

acontecer, e a vida complexa emerge como conseqüência.”

Richard Dawkins

iii

GRADECIMENTOS

Aos meus pais Jandui e Georgina, criadores das condições necessárias à consolidação

da minha formação de base e fornecedores dos fundamentos morais e éticos que guiam minha

vida e me permitem valorizar o conhecimento.

À minha orientadora e amiga Dra. Patrícia Jacqueline Thyssen, pela oportunidade de

reingressar na vida acadêmica e orientação.

Aos professores Dr. Arício Xavier Linhares, Dr. Ângelo Pires do Prado e Dr. Odair

Benedito Ribeiro pelas estimulantes aulas de Entomologia e Parasitologia.

Aos colegas do Laboratório de Entomologia do IB-Unicamp: Thiago C. Moretti,

Maicon D. Grella, Alexandre R. S. Fornari, Marcos J. Alves-Jr., Carina M. Souza e Kelsen

Freitas, pelo apoio técnico, os cansativos esforços de coleta e troca de idéias sobre

Parasitologia.

À Dra. Roseli Tuan pela oportunidade de estagiar no Laboratório de Bioquímica e

Biologia Molecular da SUCEN e sugestões na elaboração da dissertação.

Ao Dr. Adriano Pinter, Dra. Ana Maria Duarte, Ricardo Zanna, Natália Barom e

Kleber Whitaker pela ajuda nos persistentes esforços de bancada.

À Dra. Marisa Guimarães e Dra. Fernanda Ohweiller pelo empréstimo da lupa.

Aos colegas Danilo Carvalho, Carol Ghirardelli, Fernanda Takahashi, Evelin, Cíntia e

Jucimara Freire, pelos papos descontraídos durante o almoço.

Aos guardas da portaria da SUCEN, Samuel e Rodrigo, por estarem sempre de olho na

minha “motoca”, perigosamente estacionada na conturbada Rua Paula Souza.

Aos professores Dr. Wesley A. C. Godoy e Dr. Lucas del Bianco Faria pelas sugestões

e contribuições no exame de qualificação.

Aos colegas Juliana Gião, Juliana Neves, Helton Otsuka, Carolina Reigada, Andressa

Bernardes, Luciane Galindo, Giuliana Ruggiero e Carlos A. Alves pela solicitude e

hospitalidade nas visitas intermitentes à Botucatu.

Ao pessoal da secretaria de pós-graduação do IBB da Unesp pelos serviços.

Aos amigos Dr. Anderson Ferreira da Cunha, pela preciosa assessoria no desenho dos

primers, e Dr. Douglas Mascara, pelas enriquecedoras “trocas de figurinhas” sobre

experiências profissionais em Biologia.

À Andrea, com carinho, pela paciência nos momentos em que me ausentei e estímulo

naqueles em que estive presente.

vii

Aos companheiros Dr. Fabiano “Careca” Scarpa, Dr. J. Rodolfo Lima, Jemuso Go

Takano, Johnny Higa e Edson Higa pela longa amizade fraterna e discussões científicas e

“abobrísticas”.

Às amigas “Ramones”, Fê e Roberta, pelo incentivo à distância e “olho vivo” nas

eventuais oportunidades de emprego para biólogo.

À estimada “Cambada Breaca” e seus agregados: Ed Guedes, Rogério Salerno,

Ricardo “Bozó” Gracelli, Rodrigo “Cabeludo” Gracelli, Cristiano “Bucudo”, Fabinho,

Vladimir “Juninho” Nicolas, Rodrigo “H” Tavares e Ronaldo, pela “sonzeira” contra o stress

e as velhas aventuras do rock’n’roll. “O Diabo é o pai do rock!!!!”.

Ao Edu Narihissa, Zé Ricardo Verona, Maurício “Chimbinha” Nishikata, Carlos

“Casé”, Glauce “Domingas”, Cíntia Shimohara, Venerando Santiago, sempre “quebrando o

galho” nos freqüentes pedidos de mudança dos horários de trabalho, e a todos os outros

amigos do Objetivo, por tolerarem meu mau-humor nos plantões e intervalos de aula.

Aos meus alunos e ex-alunos, por me incitarem ao aprendizado contínuo.

À FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo) pelo apoio

financeiro concedido a este projeto.

viii

NDICE

ERAL

Resumo ................................................................................................

Abstract ................................................................................................

- Introdução e Revisão Bibliográfica ..................................................

1.1 - Caracterização e importância dos organismos estudados ....................

1.2 - Procedimentos para a identificação dos insetos ...................................

1.2.1- Análise morfológica .................................................................. 11

1.2.2- Ferramentas moleculares – considerações teóricas ...................

1.3 - Marcadores moleculares utilizados para insetos ..................................

1.3.1- DNA mitocondrial (DNAmt) .....................................................

1.3.2- DNA nuclear ..............................................................................

1.4 - Tipos de dados interpretáveis em análises moleculares .......................

1.4.1- Eletroforese de aloenzimas ........................................................

1.4.2- PCR-RFLP (PCR - polimorfismo no comprimento de

fragmentos de restrição) ......................................................................

1.4.3- RAPD (DNA polimórfico amplificado aleatoriamente) ........... 23

1.4.4- SSCP (polimorfismo conformacional de filamento único) ....... 24

1.4.5- AFLP (polimorfismo no comprimento de fragmentos

amplificados) ........................................................................................

1.4.6- Sequenciamento de bases nucleotídicas ....................................

1.5 - Validação de testes moleculares para a identificação de insetos de

importância forense ..............................................................................

1.6 - Os polêmicos barcodes de DNA ..........................................................

- Objetivos Gerais .................................................................................

Lista e distribuição geográfica de espécies de dípteros da

subfamília

Sarcophaginae

(Diptera) no território brasileiro de

1938 a 2008 ..........................................................................................

3.1 - Introdução ............................................................................................

3.2 - Material e métodos ...............................................................................

3.3 - Resultados e discussão .........................................................................

- O uso de sequência COI (DNAmt) para análise da variabilidade

de Peckia (Pattonella) intermutans (Diptera: Sarcophagidae) de

populações de São Paulo e Bahia, Brasil ..........................................

4.1 - Introdução ............................................................................................

4.2 - Material e métodos ...............................................................................

4.3 - Resultados e discussão .........................................................................

- Conclusões Gerais ..............................................................................

- Referências bibliográficas .................................................................

- Apêndices ............................................................................................

ESUMO

Tendo em vista a grande similaridade interespecífica, a identificação de muitos

sarcofagídeos usando os caracteres morfológicos é complicada e, sob este aspecto, o

desenvolvimento e a aplicação de ferramentas moleculares se mostram cada vez mais

necessários à resolução taxonômica e sistemática de diversas espécies. Os dípteros da família

Sarcophagidae, especialmente os de hábito necrófilo, têm recebido destaque no campo forense

devido à constância com que são encontrados associados a cadáveres, podendo contribuir de

forma relevante na estimativa do intervalo pós-morte (IPM), descoberta do local e causa da

morte, entre outros. No entanto, para que os espécimes coletados sejam usados de forma

apropriada na obtenção de informações para auxiliar o trabalho de perícia, é primordial a

identificação correta dos organismos, já que o IPM pode ser calculado com base na taxa de

desenvolvimento que varia entre as diferentes espécies. Neste estudo, 194 espécies

pertencentes à subfamília Sarcophaginae (Diptera), incluídas em 30 gêneros, são listadas

levando em conta suas respectivas distribuições geográficas registradas no território brasileiro.

Os gêneros que apresentaram uma grande diversidade de espécies foram Oxysarcodexia

(24,7%), Lepidodexia (10,9%), Peckia (10,3%) e Dexosarcophaga (8%). Oxysarcodexia

amorosa, O. thornax, Peckia (Euboettcheria) collusor, Peckia (Pattonella) intermutans e

Sarcodexia lambens são encontradas na maioria dos estados brasileiros. No arquipélago de

Fernando de Noronha, além de Nephochaetopteryx calida, que não apresenta até o momento

registro de ocorrência para as localidades continentais, foram encontradas espécies de ampla

distribuição no Brasil: O. thornax, P. (Peckia) chrysostoma e Tricharaea (Sarcophagula)

occidua. Adicionalmente, a análise da variabilidade genética entre representantes de

populações de Peckia (Pattonella) intermutans (Walker) das cidades de Campinas, Jundiaí,

Mogi-Guaçu e Ubatuba (SP) e Salvador (BA) foi efetuada, com base em seqüências

nucleotídicas da região carboxi-terminal do gene mitocondrial Citocromo Oxidase I (COI).

Esta última abordagem pode contribuir na validação de uma metodologia para identificação

molecular da espécie no Estado de São Paulo.

BSTRACT

Due to high interspecific similarity, the identification of many sarcophagids by

morphological characters is complicated and, in this way, the development and application of

molecular tools have been required to address taxonomic and systematic species. The flies of

the Sarcophagidae family, especially necrophagous species, have received attention in the

forensic field because of the frequence with which they are found associated with cadavers,

thus may contribute to estimate the post-mortem interval (PMI), the discovery of place and

cause of death, among other. However, for the specimens collected are used properly in

obtaining information to assist the investigation, the correct identification of species is

essential, since the PMI can based on the development rate that varies among different species.

In this study, 194 species belonging to the Sarcophaginae subtribe (Diptera), included in 30

genus, are listed taking into account their geographic distribution throughout the Brazilian

territory. The genus that showed a great species diversity were: Oxysarcodexia (24.7%),

Lepidodexia (10.9%), Peckia (10.3%) and Dexosarcophaga (8%). Oxysarcodexia amorosa, O.

thornax, Peckia (Euboettcheria) collusor, Peckia (Pattonella) intermutans and Sarcodexia

lambens are found in most Brazilian states, and only 3 of these were recorded in Fernando de

Noronha archipelago, including Nephochaetopteryx calida, which until now has no record of

occurrence for continental locations. Furthermore, genetic variability analysis among

population of Peckia (Pattonella) intermutans (Walker) from Campinas, Jundiaí, Mogi Guaçu,

Ubatuba (all cities located in São Paulo State) and Salvador (Bahia State) were performed

based on sequences of carboxy-terminal region of the Cytochrome Oxidase I (COI)

mitochondrial gene. This latter approach may help to validate a methodology for molecular

identification of species from São Paulo State.

–

NTRODUÇÃO E

EVISÃO

IBLIOGRÁFICA

Após a morte, os tecidos de animais, inclusive de humanos, são atrativos para uma

grande variedade de invertebrados, especialmente insetos sarcossaprófagos (Nuorteva, 1977).

Assim, a aplicação do estudo de insetos e outros artrópodes em associação aos procedimentos

criminalísticos, campo científico conhecido como Entomologia Forense, tem contribuído para

descobrir informações que possam ser úteis a uma investigação no âmbito legal (Smith, 1986).

Entre as várias aplicações da Entomologia Forense, uma das mais freqüentemente empregadas

e discutidas é a estimativa do intervalo pós-morte (IPM), que pode ser obtida com base no

tempo de desenvolvimento dos espécimes encontrados junto ao cadáver ou no processo de

sucessão ecológica apresentado pela fauna cadavérica (Oliveira-Costa, 2007).

Na fauna associada à decomposição de cadáveres, os dípteros, principalmente das

famílias Calliphoridae e Sarcophagidae, demonstram maior potencial informativo para

análises forenses por serem os primeiros a chegar em um corpo e apresentarem um padrão de

sucessão de espécies previsível ao longo da decomposição (Campobasso et al., 2001;

Marchenko, 2001).

Para uma acurada estimativa do IPM é essencial fazer a identificação correta dos

insetos associados à decomposição, assim como conhecer seu ciclo de vida e suas

características ecológicas e biológicas (Erzinçlioglu, 1983). Contudo, para certos grupos

como, por exemplo, Sarcophagidae, a diferenciação até o nível de específico pode ser

complicada em função de fatores como o grande número de espécies, a falta de diferenças

morfológicas observáveis entre as mesmas, a carência de chaves taxonômicas e a insuficiência

na descrição dos caracteres morfológicos em algumas já existentes. Na indisponibilidade de

indivíduos adultos, tais difuculdades se intensificam, pois nos estágios imaturos as diferenças

morfológicas são ainda mais inconspícuas (Thyssen et al., 2005) exigindo que o espécime seja

levado ao laboratório para completar o seu desenvolvimento. Deste modo, uma rápida e

apurada identificação de espécies torna-se difícil, mesmo para taxonomistas experientes (Liu

& Greenberg, 1989).

Nas duas últimas décadas, frente aos obstáculos da taxonomia morfológica, técnicas

de biologia molecular têm sido usadas para auxiliar na identificação e diferenciação de

espécies de dípteros, entre os quais estão os insetos mais freqüentemente usados no cálculo da

estimativa do IPM (Wells & Stevens, 2008). A organização simples, o baixo número de

recombinações e a alta taxa de substituições nucleotídicas fazem com que o DNAmt seja o

marcador mais utilizado em estudos de sistemática molecular e genética populacional de

insetos (Caterino et al., 2000). A facilidade na recuperação eficiente de informações genéticas

de amostras danificadas ou pobremente preservadas também favorece o seu uso dentro da área

forense (Junqueira et al., 2002; Otranto & Stevens, 2002). Assim, a caracterização da

subunidade I do gene mitocondrial Citocromo Oxidase (COI) é hoje amplamente aplicada na

obtenção de dados de identificação espécie-específicos (para espécies de importância forense

ver Sperling et al., 1994; Malgorn & Coquoz, 1999; Wallman & Donnellan, 2001; Harvey et

al., 2003; Zehner et al., 2004; Saigusa et al., 2005; Wells et al., 2007).

O conhecimento dos padrões de distribuição geográfica dos insetos também é outra

ferramenta indispensável na Entomologia Forense. A discrepância entre a composição da

entomofauna presente em um corpo e aquela observada na região geográfica onde o mesmo

foi descoberto pode fornecer evidências de que a vítima foi deslocada (Benecke, 1998). No

nível intraespecífico, estudos comparativos entre populações de dípteros localizadas em

regiões geográficas separadas, mostram um padrão notório de variabilidade ao se utilizarem

marcadores de natureza bioquímica (Brown et al., 1998) ou genética (Roehrdanz, 1989;

Stevens & Wall, 1995; Taylor et al, 1996; Infante-Malachias et al, 1999; Wells et al., 2007;

Alamalakala et al, 2008). Tal abordagem é fundamental para a validação de ferramentas

moleculares na identificação de espécies, considerando que isto só é possível diante da

confirmação de monofiletismo recíproco (Wells & Williams, 2007).

O presente estudo visou promover um levantamento da distribuição geográfica das

espécies de Sarcophaginae (Diptera: Sarcophagidae) mais comuns no território brasileiro, bem

como caracterizar geneticamente populações de Peckia (Pattonella) intermutans (Walker),

uma das espécies mais comumente associadas a corpos em decomposição no Estado de São

Paulo, de acordo com dados da literatura. Tais informações devem contribuir para a

identificação destes dípteros, principalmente quando associados a questões de âmbito forense.

Uma revisão mais aprofundada dos problemas e a atual situação dentro da área objeto deste

estudo serão apresentadas nos itens a seguir.

1.1 – Caracterização e importância dos organismos estudados

O filo Arthropoda inclui, dentro do subfilo Hexapoda, a classe Insecta (Brusca &

Brusca, 2003). São animais em geral relativamente pequenos com corpo organizado em

cabeça (seis segmentos), tórax (três segmentos) e abdome (até onze segmentos). Na cabeça

são encontrados: um par lateral de olhos compostos, dois ou três ocelos mediais, um par de

antenas articuladas, geralmente com função quimio e termorreceptora, mandíbulas e maxilas,

cujo segundo par se funde formando o lábio. A estrutura do aparato bucal apresenta grande

variação pela modificação de suas peças em função das adaptações a diferentes hábitos

alimentares. No tórax, o centro locomotor, há um par de pernas por segmento, cada uma

usualmente dividida em coxa, trocanter, fêmur, tíbia, tarso e pré-tarso, também existindo

freqüentemente um ou dois pares de asas originárias do segundo e terceiro segmentos. O

abdome é desprovido de apêndices e apresenta em sua terminação a genitália, cuja morfologia

é bastante variável (Gillot, 2005).

Denotando o grande sucesso evolutivo dos insetos, aproximadamente um milhão de

espécies já foram descritas em todo o mundo (Pimm et al., 1995), mas as estimativas do

número total de espécies existentes são controversas, variando de três milhões a mais de 30

milhões (May, 1990). Embora a maior biodiversidade se concentre nas florestas tropicais,

encontram-se seus representantes em todas as partes do planeta, até mesmo em ambientes

antárticos (Usher & Edwards, 1984) e marinhos (Andersen, 1999).

Segundo Gillot (2005), as ordens de insetos com maior diversidade são Coleoptera

(300.000 espécies), Lepidoptera (200.000), Hymenoptera (130.000) e Diptera (110.000).

Yeates et al. (2007) apontaram a existência de 150.000 espécies nesta última. O atual

esquema de classificação para os insetos tem seguido a proposta de Gillot (2005) (Tabela 1.1).

Desse modo, a grande relevância atribuída à entomologia é justificada pelas várias

formas como os insetos podem interagir com o ser humano. Na agricultura, muitos deles

constituem pragas de lavouras causando grandes prejuízos econômicos: certas larvas de

dípteros ao se criam em frutos ainda em desenvolvimento, tornando-os inaceitáveis ao

mercado (Malavasi et al., 1980); lagartas de lepidópteros danificam plantações de milho,

inutilizando-as (Carvalho, 1978); alguns hemípteros e coleópteros se alimentam de sementes

ainda presentes nas plantas ou quando as mesmas se encontram estocadas, diminuindo a

rentabilidade da cultura ou do produto (Zucchi et al., 1993); danos causados por certos

isópteros às plantações de cana ou à silvicultura, que também podem ser atacadas por espécies

de himenópteros, no caso, formigas (Boaretto & Forti, 1997; Costa-Leonardo, 2002). Embora,

não possam deixar de ser apontados os benefícios de abelhas que, além de produzirem mel,

agem como polinizadores aumentando a produção de frutos em pomares (Malerbo-Souza et

al., 2003), ou de algumas pequenas espécies de vespas que, por serem parasitóides de outros

insetos, servem ao controle biológico de pragas (LaSalle, 1993).

Tabela 1.1. Atual esquema de classificação de organismos da Classe Insecta de acordo com

Gillot (2005).

Classe Insecta

Subclasse Apterygota → Ordem Microcoryphia

→ Ordem Zygentoma

Subcasse Pterygota

→ Infraclasse Paleoptera

→ Ordem Ephemeroptera

→ Ordem Odonata

→ Infraclasse Neoptera

* Divisão Polyneoptera (ortopteróides)

→ Ordem Orthoptera

→ Ordem Grylloblattodea

→ Ordem Dermaptera

→ Ordem Plecoptera

→ Ordem Embioptera

→ Ordem Dictyoptera

→ Ordem Isoptera

→ Ordem Phasmida

→ Ordem Mantophasmatodea

→ Ordem Zoraptera

* Divisão Paraneoptera (hemipteróides)

→ Ordens Psocoptera

→ Ordem Phthiraptera

→ Ordem Hemiptera

→ Ordem Thysanoptera

* Divisão Oligoneoptera (endopterigotas)

→ Ordem Mecoptera

→ Ordem Lepidoptera

→ Ordem Trichoptera

→ Ordem Diptera

→ Ordem Siphonaptera

→ Ordem Neuroptera

→ Ordem Megaloptera

→ Ordem Raphidioptera

→ Ordem Coleoptera

→ Ordem Strepsiptera

→ Ordem Hymenoptera

Muitos insetos adaptaram-se a ambientes modificados pela ação do homem tornando-

se total ou parcialmente dependentes deste para sua existência. A partir disso, Nuorteva (1963)

estabeleceu um índice de sinantropia para inferir o grau de afinidade de certos dípteros com o

ser humano. Em ambientes urbanos e rurais, por exemplo, insetos sinantrópicos podem

freqüentemente causar doenças ou atuarem como vetores mecânicos ou biológicos de

organismos patogênicos ao homem e animais domésticos. Assim, assumem grande

importância médico-veterinária pelo prejuízo gerado à saúde pública e à economia pecuária

(Eldridge & Edman, 2004). Greenberg (1971) tratou com especial atenção a grande relevância

que pode ter o conhecimento dos dípteros da subordem Brachycera sob o aspecto sanitário,

visto que muitos de seus representantes possuem elevado índice de sinantropia e comumente

estão associados a material em decomposição proveniente de fezes, lixo e animais mortos, no

qual se alimentam adultos e larvas, possibilitando a veiculação de uma série de

microrganismos nocivos ao transitarem neste substrado. Sem mencionar que as larvas de

algumas espécies, ao se alimentarem oportunamente de tecidos mortos ou não de animais

vivos, em casos de feridas abertas ou com dificiculdade de cicatrização, podem lhes causar

miíases.

Historicamente, o uso de insetos na busca de resolução para os problemas legais nos

remete a centenas de anos no passado. O primeiro registro documental desta prática é

atribuído à China do século XIII quando, em um caso de homicídio entre camponeses, os

possíveis suspeitos foram obrigados a depositarem suas foices no chão, permitindo que

moscas atraídas por traços invisíveis de sangue revelassem a provável arma do crime. Após a

identificação do dono da ferramenta foi obtida a confissão de autoria do delito mencionado

(Benecke, 2001).

Em seu livro La faune des cadavres, Mégnin (1894) descreveu que insetos colonizam

corpos de animais em ondas sucessivas, mostrando como a ciência pode aplicar tal

conhecimento a favor da área legal e, desta maneira fundou e difundiu a área da Entomologia

Forense.

Muitos anos depois, Lord & Stevesson (1986) propuseram dividir a entomologia

forense em três categorias: a do tipo urbana que, por exemplo, movida por ações cíveis pode

determinar o tempo decorrido entre a colonização inicial de um imóvel por cupins e a

percepção da presença dos insetos pelo atual proprietário; a de produtos estocados,

relacionada à contaminação de produtos processados ou manufaturados por insetos; e a

médico-legal, que permite esclarecer as circunstâncias ou a data da morte em casos nos quais

cadáveres são encontrados sob condições suspeitas. Nesta última abordagem, de longe a mais

utilizada e discutida, enquadram-se aplicações como a estimativa do intervalo pós-morte

(IPM), verificação acerca de possível transporte do corpo do local onde originalmente ocorreu

o óbito, associação de suspeitos com a cena do crime (Benecke, 1998), investigação de

possível negligência nos cuidados com crianças (Benecke, 1998; Benecke & Lessig, 2001) ou

idosos (Benecke et al., 2004) e associação de drogas com o cadáver (Introna et al., 2001).

Outras questões também podem ser resolvidas com o auxílio da Entomologia Forense, tais

como a identificação da origem de drogas importadas (Crosby et al. 1986), verificação de

maus tratos a animais domésticos (Anderson & Huitson, 2004) e determinação do IPM de

animais abatidos em caça ilegal para associação de suspeitos com o crime ambiental

(Anderson, 1999).

Segundo Amendt et al. (2004), adultos, lavas, pupas, pupários ou exuvias podem

servir como evidências entomológicas às investigações. Os autores ainda consideram que,

entre os integrantes da fauna cadavérica, Diptera (moscas) e Coleoptera (besouros) necrófagos

ou predadores destes são os principais indicadores forenses por poderem estar presentes em

todas as fases do processo de decomposição, sendo os primeiros de maior importância por

chegarem ao cadáver antes de quaisquer outros insetos. Nesta ordem, as famílias

Calliphoridae e Sarcophagidae agregam as espécies mais freqüentemente encontradas

associadas a corpos de animais em decomposição (Byrd & Castner, 2001).

A estimativa do IPM com dados entomológicos foi feita pela primeira vez por

Bergeret (1855), sendo hoje a aplicação da Entomologia Forense mais citada e discutida em

artigos científicos. Pode ser feita com base no tempo de desenvolvimento das larvas ou nos

padrões de sucessão ao longo do processo de decomposição (Oliveira-Costa, 2007). Algumas

espécies são extremamente assemelhadas sob o ponto de vista morfológico, principalmente no

estágio larval, mas são bionomicamente muito diferentes (Byrd & Castner, 2001). Por isso,

para que um espécime (ou seus produtos metabólicos) seja utilizado com confiabilidade

visando-se inferir o IPM são indispensáveis sua correta identificação no nível espécie-

específico e o conhecimento do seu ciclo de vida e suas características ecológicas e biológicas

(Erzinçlioglu, 1983; Higley & Haskell, 2001).

Os organismos mais usados como indicadores forenses são as moscas das famílias

Calliphoridae e Sarcophagidae, integrantes da ordem Diptera, cuja classificação é bastante

controversa. O modelo utilizado com maior freqüência é o de McAlpine & Wood (1989), os

quais propõem duas subordens: Nematocera e Brachycera.

Em Nematocera, o corpo de indivíduos adultos em geral é mais delgado e estão

presentes longas antenas que possuem de seis a 14 segmentos. As larvas têm cabeça bem

diferenciada e mandíbulas móveis no plano horizontal. Nesta subordem estão as famílias

contendo os dípteros mais primitivos, embora Culicidae tenha sofrido irradiações

relativamente recentes.

Em Brachycera, onde se encontram as moscas, as antenas são dotadas de menos de

sete segmentos e, freqüentemente, há uma arista. As larvas têm cabeça pouco diferenciada ou

são acéfalas com mandíbulas em forma de foice e móveis no plano vertical. Esta subordem

era tradicionalmente subdividida em dois grupos: Cyclorrhapha, atual infraordem

Muscomorpha, e Orthorrhapha, atuais infraordens Tabanomorpha e Asilomorpha. O esquema

seguinte (Tabela 1.2) descreve, de acordo com McAlpine & Wood (1989), a classificação de

Muscomorpha, que agrega os califorídeos e sarcofagídeos.

Tabela 1.2. Esquema de classificação de organismos da Infraordem Muscomorpha.

Categorias taxonômicas

Categoria taxômica em nível de família

* DIVISÃO ASCHIZA

→ Superfamília Platypezoidea:

Platypezidae (inclui Opetiidae)

Lonchopteridae

Flronomyiidae

Sciadoceridae

Phoridae (inclui Termitoxeniidae)

→ Superfamília Syrphoidea:

Syrphidae (inclui Microdontidae)

Pipunculidae

* DIVISÃO SCHIZOPHORA

Subdivisão ACALYPTRATA

→ Superfamília Neroidea: Micropezidae (inclui Calobatidae, Taeniapteridae e Tylidae)

Neriidae

Cypselosomatidae (inclui Pseudopomyzidae)

→ Superfamília Diopsoidea: Tanypezidae

Strongylophthalmyiidae

Psilidae

Somatiidae

Nothybiidae

Megamerinidae

Syringogastridae

Diopsidae (inclui Centriocidae)

→ Superfamília Conopoidea: Conopidae (inclui Stylogasteridae)

→ Superfamília Tephritoidea: Lonchaeidae

Otitidae (inclui Euxestidae, Pterocallidae e Ulidiidae)

Platystomatidae

Tephritidae

Pyrgotidae

Tachiniscidae

Richardiidae

Pallopteridae (inclui Eurygnathomyiidae)

Piophilidae (inclui Neottiophilidae e Thyreophoridae)

→ Superfamília Lauxanioidae: Lauxaniidae

Eurychoromyiidae

Celyphidae

Chamaemyiidae

→ Superfamilia Scimyzoidea: Coelopidae

Dryomyzidae (inclui Helcomyzidae)

Heloscimyzidae

Sciomyzidae (inclui Phaeomyiidae)

Ropalomeridae

Sepsidae

→ Superfamília Opomyzoidea:

- - - Suprafamilia Clusioinea

- - - Suprafamília Agromyzoinea

- - - Suprafamília Opomyzoinea

- - - Suprafamília Asteioinea

Clusiidae

Acartophthalmidae

Odiniidae

Agromyzidae

Fergusoninidae

Opomyzidae

Anthomyzidae

Aulacigastridae (inclui Stenomicridae)

Periscelididae

Neurochaetidae

Teratomyzidae

Xenasteiidae (= Tunisimyiidae)

Asteiidae

→ Superfamília Carnoidea: Australimyzidae

Braulidae

Carnidae

Tethinidae

Canacidae

Milichiidae

Risidae

Cryptochetidae

Chloropidae (inclui Mindidae e Siphonellopsidae)

→ Superfamília Sphaeroceroidea: Heleomyzidae (inclui Borboropsidae, Chiropteromyzidae,

Cnemospathidae, Heteromyzidae, Notomyzidae, Rhinotoridae e

Trixoscelididae)

Mormotomyiidae

Chyromyidae

Sphaeroceridae

→ Superfamília Ephydroidea: Curtonotidae

Camillidae

Drosophilidae

Diastatidae (inclui Campichoetidae)

Ephydridae

Subdivisão CALYPTRATAE

→ Superfamília Hippoboscoidea: Glossinidae

Hippoboscidae

Streblidae

Nycteribiidae

→ Superfamília Muscoidea: Scathophagidae

Anthomyiidae

Faniidae

Muscidae (inclui Eginiidae)

→ Superfamília Oestroidea: Calliphoridae

Mystacinobiidae

Sarcophagidae

Rhinophoridae

Tachinidae (inclui Stackelbergomviidae)

Oestridae (inclui Cuterebridae, Gasterophilidae e Hypodermatidae)

1.2- Procedimentos para a identificação dos insetos

A Taxonomia visa classificar os seres vivos em categorias de acordo com critérios

estabelecidos pela Sistemática Filogenética, ciência que busca descrever e explicar a grande

diversidade de formas de vida com base na história evolutiva dos grupos existentes ou já

extintos. Considerando a importância da identificação de insetos para sua utilização na

criminalística, percebe-se a necessidade de estudos detalhados a respeito da Sistemática dos

representantes desta classe. Grosso modo, o objetivo é criar sistemas de classificação que

reflitam a filogenia dos grupos.

1.2.1- Análise morfológica

A identificação morfológica dos dípteros de interesse forense adultos é feita através de

chaves que se baseiam, preponderantemente, nos padrões de segmentação das antenas,

nervura das asas, distribuição de cerdas, pigmentação do corpo e estrutura da genitália

masculina (Oliveira-Costa, 2007). Sendo este último caráter o único recurso para a distinção

de várias espécies, principalmente dentro da família Sarcophagidae (Carvalho & Mello-Patiu,

2008). Muitas vezes estas chaves são pouco precisas ou claras, além de nem sempre estarem

disponíveis em acervos de fácil acesso para o taxonomista. Contudo, quando se trabalha com

imaturos, a tarefa de identificar espécimes se torna ainda mais complicada, pois a quantidade

de referências bibliográficas disponíveis é ainda menor e os caracteres apresentam diferenças

menos conspícuas, observadas na estrutura do esqueleto cefálico, bem como na disposição e

morfologia dos espiráculos, tubérculos e espinhos associados ao tegumento (Lopes, 1943 e

1982a; Amorim & Ribeiro, 2001; Thyssen & Linhares, 2007). Técnicas de microscopia de

varredura também são úteis para uma identificação mais acurada de espécimes adultos ou

imaturos (Leite & Lopes, 1989; Lopes & Leite, 1989 e 1990; Sukontason et al., 2003).

Percebe-se que os exemplares machos adultos são os mais facilmente identificáveis, porém,

fêmeas, larvas e pupas são mais freqüentemente coletadas junto a carcaças de animais.

1.2.2- Ferramentas moleculares – Considerações teóricas

Tendo em vista as grandes dificuldades impostas à identificação morfológica de certos

grupos de insetos, a utilização de marcadores moleculares – relacionados às seqüências de

nucleotídeos dos ácidos desoxirribonucléico (DNA) e ribonucléico (RNA) ou, ainda, às

seqüências de aminoácidos de proteínas –, sendo passiveis de observação em análises

comparativas, cresceu espantosamente nos estudos de sistemática durante as últimas décadas,

resultando na elaboração de novas hipóteses filogenéticas e, conseqüentemente, em mudanças

observadas, principalmente nos níveis taxonômicos mais baixos (Caterino et al., 2000).

Ainda na década de 1960, emergiam dois campos do conhecimento que se

conjugariam à também recente Sistemática Filogenética de Hennig (1966) para darem-lhe

inestimável apoio: as ciências biomoleculares e a computação. O conhecimento da estrutura

das macromoléculas (DNA, RNA e proteínas) permitiu que uma quantidade gigantesca de

informações fosse adicionada àquelas de natureza morfológica, bioquímica e ecológica

acumuladas até o presente momento, preenchendo muitas lacunas no entendimento dos

processos de diversificação dos seres vivos, o que pode ser evidenciado pelas reformas

promovidas na classificação e nomenclatura de grande parte dos organismos que conhecemos.

Para que os crescentes volume e variedade de dados pudessem ser utilizados de forma plena

nos estudos evolutivos, foi imprescindível o desenvolvimento de algoritmos computacionais

de alta complexidade para o processamento e análise de tamanha quantidade de dados (Hillis

et al., 1996).

Neste contexto, o advento da reação em cadeia da polimerase (PCR) (Mullis et al.,

1986), mecanismo que replica exponencialmente seqüências nucleotídicas de DNA in vitro,

facilitando sua detecção e análise, é reconhecido como um marco revolucionário para as áreas

das ciências de um modo geral, permitindo a integração entre diversos campos do

conhecimento e o avanço, sobretudo, da Sistemática (Palumbi, 1996), a qual engloba a

Taxonomia e a Biologia Evolutiva.

Continuaram ocorrendo progressos em favor das técnicas laboratoriais relacionadas a

essa abordagem das ciências biológicas, entre os quais podemos citar o desenvolvimento de

kits comerciais para extrair, amplificar e purificar o material genético obtendo altas qualidade

e quantidade de amostras gênicas, a automação do processo de seqüenciamento do DNA

(Hunkapiller et al. 1991) e a elaboração de ferramentas computacionais cada vez mais

sofisticadas para o tratamento e interpretação dos resultados gerados em tais análises (Mount,

2001; Fogel & Corne, 2002). Com esta maior acessibilidade aos dados moleculares é muito

comum observarmos novas propostas e discussões nos trabalhos de sistemática e análise

filogenética publicados atualmente.

Caracteres moleculares são traços genéticos e, portanto, sua hereditariedade lhes faz

úteis na reconstrução de histórias evolutivas. Quando apresentados sob a forma de seqüências

de nucleotídeos são de natureza genotípica e, normalmente, não apresentam variações

decorrentes de fatores ambientais, como acontece freqüentemente com caracteres de natureza

fenotípica (morfológicos, fisiológicos, etológicos etc.), permitindo que quaisquer organismos

sejam estudados e comparados sob uma abordagem universal, inclusive com relação ao grau

de divergência entre taxa. Tais seqüências representam uma fonte virtualmente infinita de

dados acessíveis às técnicas moleculares, podendo trazer à luz polimorfismos silenciosos

reveladores de informações importantes sobre a evolução dos organismos. Certos casos em

que não se consegue distinguir analogias de homologias através de caracteres fenotípicos são

solucionados através de dados moleculares. Sob estes argumentos, Avise (1994) defende a

utilização de marcadores de DNA para a inferência filogenética e estudos de genética

populacional, mas lembra também que tanto a escolha do marcador quanto do método

analítico utilizado para o mesmo podem interferir diretamente no resultado. Dessa forma,

apesar de seu grande valor, o uso de dados moleculares não garante por si só que uma árvore

filogenética construída possa estar correta.

O termo “relógio molecular” foi introduzido por Zuckerkandl & Pauling (1965) para

ilustrar como a acumulação de substituições de nucleotídeos, supostamente em uma taxa

constante durante a evolução das moléculas, pode auxiliar na construção de árvores

filogenéticas. Nesta mesma década, Kimura (1968) formalizou a Teoria Neutra da Evolução,

afirmando que em grande maioria as mutações incidentes sobre o DNA dos indivíduos são

neutras, ou seja, indiferentes à adaptabilidade das espécies. Um exemplo comum é o das

mutações silenciosas, que sob efeito da degeneração do código genético não alteram a cadeia

de aminoácidos em proteínas. O autor aborda a deriva gênica como força evolutiva

predominante na fixação de mutações ao longo das gerações. De acordo com seus princípios,

as mutações sujeitas à seleção natural, quando deletérias, são comuns, mas tendem a não se

fixar, enquanto as vantajosas são raras e de rápida fixação se comparadas às neutras,

contribuindo pouco para a variabilidade genética e tendo potencial informativo menor para

estudos evolutivos. Embora a teoria tenha sido recebida como antidarwinista por alguns por

representantes da comunidade científica, Kimura (1983) defende sua compatibilidade com as

idéias de Darwin (1859).

Ainda neste contexto, Jukes & Cantor (1969) elaboraram um modelo simples de

substituição de nucleotídeos, assumindo que as transições (trocas entre bases púricas ou entre

bases pirimídicas) ocorrem com a mesma probabilidade que as transversões (trocas entre

bases púricas e pirimídicas). Hoje, muitos pesquisadores relatam em vários grupos de animais

uma propensão maior a transições do que transversões e observam a importância de não se

ignorar tal fato na inferência filogenética (Lin & Danforth, 2004; Frati et al., 1997; Kocher et

al., 1989). Assim, Kimura (1980) estabeleceu um modelo de correção denominado “dois-

parâmetros” ou K80, o qual incorpora três premissas básicas: há diferenças nas taxas de

transições e transversões, todas as quatro bases nitrogenadas do DNA (A,T,C e G) ocorrem na

mesma freqüência e as taxas de substituição não variam entre os diferentes sítios

nucleotídicos.

Também considerando que a substituição dos nucleotídeos do DNA ao longo do

tempo pode ser vista como um processo estocástico, governado unicamente pela deriva

genética, um modelo muito utilizado no estudo da evolução molecular é o de Wright-Fisher

(Fisher, 1930; Wright, 1931), que se baseia em relações genealógicas e leva em conta o

número de indivíduos envolvidos nos termos do tamanho efetivo da população (N

) (Fig. 1.1).

Sua aplicação parte dos seguintes pressupostos: a população em questão, formada por

haplótipos diplóides, tem tamanho constante ao longo de gerações discretas (sem

sobreposição) e é panmítica. Inexistem recombinações e diferenças de valor adaptativo entre

os indivíduos, nos quais cada sítio poderá sofrer apenas uma mutação, sendo esta herdada por

todos os seus descendentes e somente eles. Desta forma, a probabilidade de fixação de uma

nova mutação em uma população de N indivíduos será ½ N.

Fig. 1.1. Exemplo ilustrativo do estudo genealógico pelo modelo de Wright-Fisher.

Tempo

Mutação

A Teoria da Coalescência (Kingman, 1982a e 1982b) pode ser entendida como uma

extensão da Teoria Neutra da Evolução associada a um aperfeiçoamento do modelo de

Wright-Fisher, permitindo, pela comparação de seqüências de DNA amostradas em

populações de uma mesma espécie, a obtenção de árvores de genes reveladoras do grau de

proximidade entre os mesmos e, possivelmente, do ponto temporal em que se encontra aquele

contido no ancestral comum mais recente (ACMR) (Fig. 1.2). Seus três princípios básicos são:

em uma população, cada um dos alelos de um loco gênico deve descender de uma única e

mesma cópia de um gene presente na população inicial; todas as outras linhagens alélicas

foram extintas; e a probabilidade de uma linhagem existente ser originária de um gene

ancestral específico é igual à freqüência inicial do mesmo. A versão original desta teoria não

considera o efeito exercido por quaisquer mutações sobre o valor adaptativo dos indivíduos e

o fenômeno da recombinação, levando Avise et al. (1987) a inferirem que é bastante útil para

a visualização dos padrões de variação nucleotídica no DNA mitocondrial.

Fig. 1.2. Exemplo ilustrativo do estudo genealógico pela Teoria da Coalescência.

Para uma população diplóide de tamanho N e taxa constante de mutações neutras µ

(Kimura, 1983), a freqüência inicial de uma nova mutação é ½ N e o número de novas

mutações por geração é 2 Nµ. Assim, assume-se que a taxa de fixação para mutações

Tempo

ACMR

independentes da seleção natural será o produto da multiplicação destes dois últimos valores,

resultando simplesmente na taxa de introdução de novas mutações (µ).

Hudson (1991) aponta que o tamanho uma população, sua estrutura geográfica e seus

alelos selecionados influem em genealogias construídas a partir deste modelo. Estas e outras

variáveis acrescentadas por vários colaboradores à Teoria da Coalescência – tais como

recombinações, seleção balanceada e migrações – são discutidas por Fernandes-Matioli

(2001).

Homologias entre seqüências de nucleotídeos ou aminonoácidos indicam

ancestralidade comum, embora seja freqüentemente confundida com similaridade. Esta última

tem caráter quantitativo e representa o nível de semelhança entre seqüências, sendo

empiricamente observável e testável, enquanto a primeira é de natureza qualitativa, devendo

ser inferida. Ou seja, pode-se aferir a similaridade de certas seqüências entre zero e 100%,

mas não há sentido em dizer que as mesmas são 10, 20, 60 ou 80% homólogas. Elas

simplesmente são ou não, o que é determinado a priori com base no grau de similaridade e

nos fatores que a geraram. Contudo, é comum a confusão entre este dois parâmetros como

descrevem Reeck et al. (1997).

Entre os fatores potencialmente influentes na similaridade que causam maior

perturbação às análises filogenéticas, mascarando as verdadeiras e produzindo falsas

homologias, estão a convergência, reversão e reticulação (decorrente de fluxo gênico

interpopulacional ou de hibridização interespecífica). Segundo Slatkin & Madison (1989),

esta última gera rompimento no padrão de divergência das linhagens, permitindo estimativas

de fluxo gênico entre populações, mas pode frustrar tentativas de se usarem métodos

filogenéticos para a compreensão de relações intraespecíficas ou interespecíficas. De modo

geral, o uso de árvores filogenéticas para inferências de relações entre populações, só é válido

se as mesmas são independentes quanto ao gene utilizado (Joseph et al., 1995).

Deduz-se, portanto, que a reconstrução da história evolutiva de um grupo pela

utilização genes requer que estes sejam homólogos, mas isso não é o suficiente, pois a

homologia de seqüências pode ocorrer sob diferentes circunstâncias (Moritz & Hillis, 1996):

- Ortologias: a duplicação de um gene em um ancestral comum é seguida de

especiação, separando as seqüências homólogas, as quais divergem, exceto na função.

- Paralogias: a duplicação de um gene, sem envolver especiação, gera seqüências

homólogas e as duas divergem em função intraespecificamente. Se seqüências parálogas

sofrerem processo de homogeinização dentro de um taxon em função de evolução conjunta,

Patterson (1988) sugere que sejam relacionadas por plerologia. E Wolfe (2000) propõe o

termo onologia para a relação entre genes parálogos derivados de um processo de duplicação

do genoma completo, os quais julga interessantes para estudos evolutivos por terem divergido

pelo mesmo período de tempo a partir de suas origens.

- Xenologias: homologia de seqüências decorrente de transferência horizontal de genes.

A partir dos dados apresentados por esses autores confirma-se a idéia de que, apenas

seqüências homólogas ortólogas são úteis à inferência filogenética e, confundí-las com

parálogas, pode resultar em filogenias corretas para as moléculas, mas não para os organismos.

Fitch (2000) faz uma boa discussão dos problemas envolvidos com a identificação correta de

homologias.

De acordo com Simon et al. (1994) a ocorrência de substituições múltiplas de

nucleotídeos em um único sítio fará com que os eventos substitutivos mais recentes impeçam

a percepção dos mais antigos. Isso pode levar a conclusões errôneas que fazem confundir

homoplasias com sinapomorfias, ou modificam a interpretação das distâncias filogenéticas

entre organismos. Porém, estatisticamente, é possível identificar quais são os genes mais

propensos às rápidas substituições, permitindo aplicar mecanismos para minimizar ou

contornar esta dificuldade. Os sistemas de correção mais realistas são baseados nas diferenças

de probabilidade da ocorrência de substituições entre diferentes sítios nucleotídicos e na

tendência de ocorrerem transições ou transversões para ou em um mesmo sítio, como o K80.

Contudo, estas correções não anulam completamente os efeitos das substituições múltiplas, o

que leva muitos autores a defenderem o uso exclusivo e único de regiões com alto grau de

conservação.

Yang (1998) sugere haver uma preocupação excessiva em relação ao prejuízo que

sítios com substituições múltiplas podem causar à confiabilidade de inferências filogenéticas

baseadas em análise de parcimônia e critica os esquemas adotados por pesquisadores que

atribuem pesos baixos aos sítios que apresentam substituições rápidas e pesos altos para

aqueles cujas substituições são lentas, sem levarem em conta que genes de evolução rápida

são mais úteis ao esclarecimento de relações filogenéticas entre categorias taxonômicas mais

basais. Em contrapartida, os sítios nucleotídicos de evolução mais lenta serão mais

informativos (e menos freqüentes) para os taxa mais distantes, resultando em árvores mais

robustas. Segundo o autor, uma seqüência não corrigida poderá ser considerada saturada de

mutações, o que inviabiliza seu potencial informativo para a resolução de filogenias (Jeffroy

et al., 2006), quando atingir ao menos 30 a 40% de divergência e não a partir de 15 a 20% de

divergência como sugeriu Meyer (1994). Finalmente, aponta que os maiores problemas

encontrados quando são analisadas seqüências muito divergentes recaem sobre a dificuldade

em se realizar alinhamentos e sobre a heterogeneidade nas freqüências de bases entre espécies,

indicando que o processo de substituição também é heterogêneo, o que pode gerar

homoplasias.

É importante notar ainda que a velocidade do processo de substituições de

nucleotídeos é maior do que a da especiação. Caso essa diferença não seja considerada é

praticamente certo que a inferência filogenética para o grupo taxonômico em questão não

refletirá realmente a sua história evolutiva, mas sim a dos alelos do gene utilizado como

marcador molecular. Pamilo & Nei (1988) discutem este obstáculo e sugerem a utilização de

várias seqüências de DNA provenientes locos gênicos diferentes, cada uma com evolução

independente das outras, como uma maneira de contorná-lo. Este mesmo tipo de

incongruência pode ocorrer quando polipeptídeos são usados como marcadores (Fitch, 1970).

Inferências baseadas em caracteres moleculares podem se tornar mais consistentes se

os mesmo forem avaliados quanto ao peso sob mais de um critério e também associados a

outros tipos de informações, como dados sobre aloenzimas, estrutura cromossômica e

morfologia, devendo-se dar preferência aos genes cujo nível de variabilidade minimiza o

problema das substituições múltiplas e aumenta o compartilhamento de caracteres não

homoplásicos (Hillis et al., 1996).

1.3 - Marcadores moleculares utilizados para insetos

1.3.1- DNA mitocondrial (DNAmt)

A fonte de marcadores mais utilizada em análises filogenéticas para insetos e outros

animais é o DNAmt. Essa grande aceitação se deve a algumas vantagens que o mesmo

apresenta: relativa facilidade de isolamento e amplificação (incluindo de espécimes mal

conservados), permite análises mais claras já que parte de indivíduos normalmente

homoplásmicos (lembrando que a herança mitocondrial é normalmente materna) originários

de linhagens estritamente dicotômicas de haplótipos, não apresenta recombinação e tem alta

taxa de evolução (Avise, 1994). Porém, deve-se atentar para a existência de seqüências

nucleares muito similares a genes mitocondriais, os pseudogenes, cuja presença pode gerar

confusões em análises filogenéticas, exigindo maiores precauções na metodologia a ser

seguida (Zhang & Hewitt, 1996). A Figura 1.3 mostra as diferentes regiões que compõem o

DNAmt.

1.3.1.a - Genes codificadores de RNA ribossomal

O gene para a subunidade 12S do RNAr se mostra filogeneticamente útil para taxa

distantes, mas pode ser problemático para esclarecer relações entre espécies com divergência

recente. Estudos intraespecíficos com Drosophila pseudoobscura e D. persimilis (Noor &

Larkin, 2000) utilizando este marcador mostraram pouca variação, comprometendo a

confiabilidade dos dados para a genética de populações. Em outro estudo entre espécies

proximamente relacionadas de simulídeos, a região 3’ do gene 12 S demonstrou ter

aplicabilidade filogenética limitada pela pouca diferença interespecífica observada (apesar de

suficiente para identificação) (Ballard, 1994).

Contudo, a geração de homoplasias pelas substituições seriadas pode não ser

problemática em comparações entre espécies mais distantemente relacionadas, para as quais

seqüências bem conservadas dentro do gene 12S podem fornecer informações úteis.

Kambhampati (1995) obteve com este gene dados sobre a filogenia entre Dictyoptera e

Isoptera concordantes com os padrões já estabelecidos.

Fig. 1.3. Esquema da molécula de DNAmt mostrando as diferentes regiões que a compõe.

Quanto ao gene 16S, Simon et al. (1994) compararam estudos realizados sobre sua

região 3’ com dípteros, ortópteros e bactérias, observando que também tem características

altamente conservadas, ao passo que a região 5’ não pode ser alinhada entre dípteros e

gafanhotos. Além disso, relatam que a alta tendência à transversões nesta região reduz muito

sua utilidade como marcador filogenético para taxa mais basais. Neste artigo, citam ainda

uma ampla gama de iniciadores universais disponíveis para o DNAmt de insetos, permitindo

assim amplificações confiáveis de genes ou regiões homólogas em vários grupos desta ordem.

Xiong & Kocher (1993) utilizaram seqüências da extremidade 3’de gene 16S para

investigar um complexo de cinco espécies crípticas de simulídeos distinguíveis apenas por

análise cromossômica e encontraram diferença de apenas 5,2% entre as seqüências de bases.

A alta freqüência de transversões observada no nível interespecífico comparada com a baixa

freqüência apresentada dentro de cada espécie indica a possível ocorrência de substituições

múltiplas. Em contrapartida, DeSalle (1992) encontrou entre diferentes gêneros da família

Drosophilidae relações filogenéticas baseadas na região em questão do gene 16S, as quais

tiveram grande concordância com aquelas previamente obtidas a partir de morfologia.

1.3.1.b - Genes codificadores de proteínas

As regiões codificadoras das subunidades I e II da proteína citocromo oxidase (COI e

COII) do DNA mitocondrial estão entre as mais freqüentemente abordadas, incluindo no que

se refere ao número de taxa quando comparadas às demais, na sistemática de insetos. O

mesmo não é observado para outros genes mitocondriais codificadores de proteínas como

ND1 (NAD desidrogenase 1), ND2, ND4, ND5, Cyt b (citocromo b) e COIII, cujos ensaios

para filogenia tendo sido conduzidos de forma isolada devido ao baixo número de resultados

satisfatórios produzidos (Caterino et al., 2000).

Além disso, Simon et al. (1994) compilam dados de vários estudos com COI e a

elegem como a região mais conservada, em termos de evolução dos aminoácidos.

Exemplificando, descrevem um estudo no qual seis espécies de colembolos pertencentes a

dois gêneros de famílias diferentes mostraram os seguintes níveis de divergência nas

seqüências nucleotídicas: intraespecífica de 1 a 6% , interespecífica (dentro de um mesmo

gênero) de 13 a 25% e entre gêneros de 23 a 28%. Para COII estes mesmos autores relatam

dados compilados e não publicados, analisando sua aplicabilidade, e observam que a

divergência nas seqüências nucleotídicas entre famílias de Thysanoptera ocorre em mesmo

grau daquela observada entre esta ordem e Hemiptera. Porém, em Collembola, estudos

envolvendo este gene mostram resultados diferentes, com 20% de divergência entre espécies

do mesmo gênero contra 30% entre gêneros de diferentes famílias.

A falta de aplicabilidade também é relatada por Liu & Beckenback (1992) ao

comparar 10 ordens de insetos, através da taxa de substituição de aminoácidos codificados

pelo gene COII. Segundo os autores, o nível de similaridade entre libélulas e moscas (70%)

não é muito diferente daquele observado entre formigas e vespas (65%), levando à conclusão

de que é desconexo o valor deste parâmetro para relacionar grau de divergência taxonômica.

Assim, pode-se concluir que mesmo proteínas que evoluem lentamente, como COII, que

mantém a maioria das posições de aminoácidos conservadas, nem sempre são úteis para

esclarecer ou definir relações filogenéticas em taxa mais altos, como no nível de família ou

ordem.

Já Zehner (2004), utilizando ND5 e COI para comparar a filogenia de 12 espécies

européias de Sarcophagidae (Diptera), observou que o cladograma obtido a partir de ND5

forneceu melhores valores de bootstrap (o que pode representar uma taxa de evolução maior

para este gene em relação a COI, apesar da diferença entre eles não ter sido muito grande),

além de ser o mais concordante em relação às inferências tradicionalmente aceitas,

fundamentadas na morfologia do grupo.

1.3.2 - DNA nuclear

O entendimento de que árvores baseadas apenas em genes mitocondriais podem

fornecer uma visão parcial e tendenciosa da filogenia de um organismo levou alguns

pesquisadores a pensar no uso e exploração de informações relacionadas aos genes nucleares,

como marcadores, para entender as relações existentes entre os artrópodes.

1.3.2.a - Genes codificadores de RNA ribossomal

Embora ainda timidamente utilizados, se comparados ao DNAmt, os marcadores

nucleares de maior evidência são os genes codificadores de RNA ribossomal (DNAr), devido

à sua abundância e facilidade de amplificação e seqüenciamento. Hillis & Dixon (1991)

descrevem um arranjo composto pelos genes 18 S, 5.8 S e 28 S, separados por regiões

espaçadoras transcritas e não transcritas, formando um mosaico com regiões bem conservadas,

que podem ser interessantes para a resolução de conflitos em taxa superiores, e outras bem

variáveis, cujo alinhamento costuma ser freqüentemente problemático.

Caterino et al. (2000) inferem que, para categorias taxonômicas superiores, a

utilização de 18S, cujas análises completas geralmente dão suporte a relações de grande

congruência com as hipóteses previamente estabelecidas baseadas na morfologia, vem se

tornando um padrão, exceto em Diptera e Hymenoptera para as quais se observa

predominantemente estudos das regiões ITS (Internal Transcribed Spacer) e 28 S, embora

para esta última a obtenção de fragmentos relativamente pequenos (menos de 500 pb)

dificulte as comparações de resultados.

Segundo estes mesmos autores, os eventos de divergência mais recentes podem ser de

melhor maneira representados por genes nucleares codificantes de proteínas, com taxas de

evolução variadas – os quais têm se mostrado uma alternativa na resolução de problemas em

níveis para os quais o DNAmt é muito conservado –, tendo em vista a variação típica que

apresentam quanto à posição de seus codons. Contudo, há desvantagens tais como a

possibilidade de heterozigose, o baixo número de cópias obtidas na extração e necessidade da

utilização de PCR-trasncriptase reversa devido à possível ocorrência de introns extensos

(Fang et al., 1997).

1.3.2.b - Genes codificadores de proteínas

Poucos estudos filogenéticos de insetos utilizam genes nucleares codificadores de

proteínas, entre os quais o fator de elongação 1α (EF-1α) tem sido muito observado. Suas

seqüências demonstram grande valor em estudos nos níveis de espécie e gênero, embora

apresente paralogias (Cho et al., 1995; Danforth & Ji, 1998; Moran et al. 1999; Brady &

Danforth, 2004).

Apesar de sua recente descoberta, os introns internos aos genes nucleares

codificadores de proteínas, estão sendo cada vez mais aplicados à sistemática. Palumbi (1996),

por exemplo, oferece uma seleção de introns e primers potencialmente úteis para este fim.

Em um artigo relativamente recente, Caterino et al. (2000) realizam um incrível

apanhado dos marcadores moleculares já utilizados na sistemática de insetos e argumentam

que a grande variedade destes observada em estudos filogenéticos prejudica a capacidade de

se somarem os esforços empreendidos por diferentes pesquisadores para um

entendimento

mais amplo do assunto. Além disso, a maioria dos marcadores escolhidos e desenvolvidos é

mais informativa em grupos basais como espécies e subespécies, complementando ou até

mesmo resolvendo suas filogenias, mas em níveis taxonômicos superiores poucos estudos

incluem dados suficientes para serem mais do que esboços grosseiros de perfis filogenéticos,

tornando limitado o impacto da biologia molecular sobre a nomenclatura formalizada.

1.4 - Tipos de dados interpretáveis em análises moleculares

1.4.1 - Aloenzimas

A aplicação desta técnica dentro da sistemática tem se tornado cada vez menos

freqüente em nível interespecífico, comparada ao uso de marcadores de DNA, mas ainda

constitui uma importante base de apoio em estudos de genética populacional e de diagnóstico

de espécies. Apesar das críticas sobre a confiabilidade de dados de mobilidade eletroforética

para a inferência de homologias, técnicas como eletroforese seqüencial têm ajudado a lidar

com o problema. Assim, a análise de aloenzimas ainda permanece como um método efetivo e

de baixo custo para confirmação de dados moleculares obtidos sob outras formas (Murphy et

al., 1996).

1.4.2 – Microssatélites

Na busca de variações, nem sempre geradoras de resultados conclusivos, estudos de

sistemática e genética de populações têm freqüentemente recorrido às porções não

codificantes do genoma, inclusive a partir de microssatélites (seqüências com unidades de

repetição muito curtas entre as quais dinucleotídeos são as mais comuns), que têm um alto

grau de polimorfismo em função da alta freqüência de mutação, tornando-se úteis nas análises

nos níveis de espécie ou inferiores, ou seja, para linhagens. Isto tem sido freqüentemente

observado para Hymenoptera (Choudhary et al., 1993), Diptera de interesse médico e

econômico (Luna et al., 2001; Norris et al., 2001; Baliraine, 2003), Coleoptera (Keller &

Largiadér, 2002; Sallé et al., 2003; Kim & Sappington, 2005) e, com certa dificuldade para a

aplicação, em Lepidoptera (Zhang, 2004).

1.4.3 - PCR-RFLP (PCR - polimorfismo no comprimento de fragmentos de restrição)

No PCR-RFLP as amostras de DNA amplificadas são submetidas à digestão por

enzimas de restrição em sítios específicos, gerando fragmentos que formam um padrão de

bandas através da eletroforese em gel (Saiki et al., 1985). Mapeados os sítios de restrição, o

RFLP é uma alternativa rápida nos estudos de variação de seqüências em conjuntos

representativos do

genoma permitindo a reconstrução de filogenias (Vanlerberghe-Massuti,

1994) e, mais freqüentemente, o diagnóstico de taxa crípticos a partir da análise do DNAmt

(Murray et al., 2008) ou nuclear (Alam et al., 2007). Há vários registros do emprego desta

técnica na identificação de insetos (como por exemplo, nos de interesse forense, em Schroeder

et al., 2003; Ratcliffe et al., 2003; Thyssen et al., 2005).

1.4.4 - RAPD (DNA polimórfico amplificado aleatoriamente)

O RAPD consiste na utilização de primers de anelamento aleatório e teve projeção no

campo da sistemática a partir da última década pela facilidade de não requerer o desenho de

iniciadores específicos (Williams et al., 1990). Os problemas são: a interpretação

possivelmente errônea de que certos fragmentos de DNA, que migram juntos na eletroforese,

sejam homólogos, a notória dificuldade na repetibilidade dos resultados, a obtenção de

fragmentos com tamanho suficiente para dar consistência aos resultados e a necessidade de

conjugação de algum outro método de análise (como seqüenciamento ou PCR-RFLP) para a

verificação dos dados (Matioli & Passos-Bueno, 2001). Apesar disso, defende Benecke (1998)

que, tomados os devidos cuidados, o RAPD se revela uma técnica de pouco custo e rápida.

1.4.5 - SSCP (polimorfismo conformacional de filamento único)

Esta técnica é baseada em diferenças na estrutura secundária do DNA, decorrentes de

variações na seqüência nucleotídica, e na conseqüente variação da sua taxa de mobilidade

eletroforética. O gene é denaturado e a fita simples toma uma conformação específica, através

de dobramento, de acordo com sua seqüência de bases. Esta conformação e, portanto, a

seqüência de bases terá reflexo no deslocamento durante a eletroforese, permitindo detectar

polimorfismos, como em heterozigose (Orita et al., 1989). Hayashi (1991) observou

sensibilidade à diferença de um único par de bases através do SSCP. Na sistemática

entomológica o SSCP é aliado ao PCR de um fragmento específico com o propósito de

diagnosticar espécies e utilizado para a triagem de polimorfismos intra e interespecíficos, os

quais podem ser seqüenciados para análises filogenéticas. Wong et al. (2008) desenvolveram

marcadores SSCP individuais para Aedes aegypti, os quais provavelmente serão úteis em

estudos de campo.

1.4.6 - AFLP (polimorfismo no comprimento de fragmentos amplificados)

De acordo com Matioli & Passos-Bueno (2001), o AFLP permite a localização de

polimorfismos distribuídos aleatoriamente entre organismos. Após serem digeridos por

enzimas de restrição em sítios aleatórios, fragmentos de DNA se ligarão arbitrariamente a

adaptadores nos quais irão anelar iniciadores que permitirão sua amplificação. Alamalakala et

al. (2008) utilizaram esta técnica para a identificação de moscas causadoras de miíases,

visando à monitoração das mesmas no ambiente.

1.4.7 - Seqüenciamento de bases nucleotídicas

O seqüenciamento de DNA tem sido a técnica predominante no levantamento de

dados para a sistemática molecular e apresenta duas vantagens principais: a comparabilidade

das seqüências obtidas em diferentes estudos (a opção de locos, iniciadores e métodos

analíticos similares possibilita o acúmulo de um banco de dados uniformizados e passíveis de

comparação) e o consenso da concepção de evolução como veículo de diversificação do DNA.

Contudo, é um recurso relativamente oneroso para a obtenção de informações genéticas, pois

demanda um equipamento caro e sofisticado, o qual nem sempre está disponível ao

pesquisador (Avise et al., 1994).

Várias alternativas no tratamento de marcadores podem ser mais adequadas em termos

operacionais e financeiros, de acordo com a aplicação que se almeja. Embora questões sobre

níveis taxonomicamente inferiores, como estrutura populacional ou limite e diagnóstico de

espécies, freqüentemente possam ser resolvidas com eletroforese de aloenzimas, RFLP, SSCP,

AFLP ou RAPD, em certos casos é necessária a conjugação de uma ou mais dessas técnicas

com seqüenciamento para uma resolução satisfatória (Hillis et al., 1996).

Encontram-se depositadas no GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Genbank/)

centenas de milhares de seqüências extraídas dos insetos e a lista dos genes envolvidos no

estudo da sistemática do grupo é crescente. Tal diversidade de marcadores indubitavelmente

contribui com a sistemática molecular de insetos, mas, por outro lado, há o risco de se incorrer

em um pluralismo exagerado com relação à utilização de marcadores, o que dificultaria a

comparação e síntese dos conhecimentos agregados.

1.5 - Validação de testes moleculares para a identificação de insetos de importância

forense

Wells & Williams (2007) argumentam em seu artigo, no qual validam um teste de

bases filogenéticas para a identificação de espécies da subfamília Chrysomyinae (Diptera:

Calliphoridae), que devem ser respeitadas duas condições para utilizar-se uma dada seqüência

gênica com fins diagnósticos: (1) acúmulo suficiente de informações nos bancos de dados

genéticos que sirvam como referência para a identificação da espécie; (2) e que o genótipo do

grupo taxonômico de referência, por si, possibilite a identificação do espécime que se tem em

mãos, quando comparados os genótipos.

Em um outro artigo, Wells et al. (2007) apontam que a identificação através de

marcadores genéticos só é confiável para uma dada espécie se esta estiver dentro de um grupo

com monofiletismo recíproco, ou seja, uma linhagem única cujo haplótipo é exclusivo dela.

Neste estudo, produzem uma árvore filogenética baseada no gene COI para o gênero Lucilia

(Diptera: Calliphoridae), corroborando parcialmente as conclusões fornecidas pela análise

morfológica do taxon, mas apontando para a natureza parafilética de algumas espécies (L.

porphyrina e L. illustris) e para a ausência de monofiletismo recíproco dentro do gênero,

considerando a semelhança entre os haplótipos de L. cuprina e L. sericata (especificamente de

Taiwan), ou a relação entre L. cuprina e Hemipyrellia ligurriens, o que invalida a

possibilidade de que moscas do gênero Lucilia sejam identificadas geneticamente com

confiança.

Um método só pode ser validado para a identificação de espécies em regiões

geográficas restritas. Esta é a conclusão observada em outro estudo de Wells et al. (2004).

Neste, Chrysomya putoria e C. chloropyga, duas espécies simpátricas da África, cujas

semelhanças morfológicas são suficientemente grandes para gerarem equívocos taxonômicos,

forneceram dados que não permitiram a validação de um teste de identificação genética: a

partir de 24 indivíduos genotipados foram encontrados cinco haplótipos diferentes. Apenas

dois haplótipos ocorriam em C. putoria, mas também eram observados em espécimes de C.

chloropyga, para a qual havia um haplótipo exclusivo. Essa intersecção de haplótipos revelou

falta de monofiletismo recíproco para cada uma - provavelmente decorrente de um processo

de derivação recente a partir do ancestral comum. Porém, a espécie C. putoria é a única entre

as duas que invadiu o continente americano, onde tal teste de identificação pode ser validado

se esta se mantiver como uma linhagem de haplótipo exclusivo.

1.6 - Os polêmicos barcodes de DNA

Em 2003, Hebert et al. propuseram um sistema de bioidentificação global para

animais, sugerindo um segmento de apenas aproximadamente 658 pb (pares de bases),

correspondente à subunidade I da citocromo oxidase do DNAmt (COI), como marcador

padrão para este objetivo. Assim, surgiu o conceito do “DNA barcoding” (“código de barras

de DNA”), cujos proponentes visavam criar um banco de dados genéticos universal para

todos os animais, com a contribuição e união de esforços científicos, através da globalização

de informações sobre organismos importantes do ponto de vista médico, econômico ou

ambiental. Além disso, o acúmulo de registros nos bancos de dados permitiria verificar a

existência de “possíveis novas espécies”.

Esta abordagem mostrou-se, a priori, interessante para a identificação de espécies cuja

morfologia pode, em ao menos uma etapa do ciclo de vida, gerar interpretações erradas, uma

situação comum entre os dípteros de importância médico-veterinária e forense das famílias

Calliphoridae e Sarcophagidae. Nelson et al. (2007) utilizaram barcodes de DNA para a

identificação de califorídeos do gênero Chrysomya da costa leste australiana, chagando a

construir uma filogenia que utiliza como grupos externos Calliphora ochracea, Hemipyrellia

fergusoni e Lucilia porphyrina. O marcador é o típico segmento de 658pb do gene COI

descrito acima. Para a diferenciação entre espécies irmãs, que apresentam baixa divergência

interespecífica sob a luz deste marcador, foi proposta a utilização de outro como auxiliar, o

espaçador interno transcrito 2 (ITS2). Os autores concluem que a técnica é eficiente para a

identificação de espécies do gênero em questão, considerando ainda que permite observar

monofiletismo recíproco para cada espécie, mas deixam clara a relevância de se usar um

marcador alternativo (ITS2), quando o principal (COI), deixa dúvidas quanto à identificação e

posição filogenética de uma espécie devido à alta similaridade de sua seqüência nucleotídica

com a de outra (provavelmente em decorrência de divergências recentes). A filogenia

reconstruída pela análise de seqüências destes marcadores foi concordante com os dados

baseados em outros genes mitocondriais (ND4, ND4L, COI e COII) relatados anteriormente

por Wallman et al. (2005) para estes insetos.

Em outro artigo defensor da utilização de barcodes de DNA Hebert et al. (2004) falam

sobre a existência de um complexo com dez espécies cripticas descritas como Astraptes

fulgerator da região neotropical. Brower (2005) reavalia essa conclusão, inferindo que, na

verdade, há de três a sete espécies envolvidas no complexo. Ainda, dá exemplos de que a

metodologia empregada em 2004 para a reconstrução da filogenia do grupo carece de

fundamentação técnica e teórica. E opina que o uso exclusivo deste marcador na sistemática

consiste em uma visão reducionista e imprecisa acerca da complexidade envolvida na análise

e decifração de informações obtidas através de seqüências nucleotídicas, a qual põe em risco a

estrutura científica da História Natural por desvalorizar o trabalho de especialistas em

taxonomia.

Roe & Sperling (2007) analisaram padrões de divergência dos genes COI e COII para

Diptera e Lepidoptera, encontrando maiores diferenças nas análises intraespecíficas do que

nas interespecíficas. Neste artigo, concluem não terem encontrado nos limites destes genes

qualquer região única com 600 pb (pares de bases) que pudesse ser considerada idealmente

informativa.

2 – O

BJETIVOS

ERAIS

1. Listar e registrar a distribuição geográfica de espécies de dípteros da subfamília

Sarcophaginae (Diptera: Sarcophagidae) do território brasileiro para inventariar a variedade

de espécies por Estado da federação, visando a criação de um catálogo de referência que

auxilie na identificação de espécies;

2. Analisar a variabilidade genética da espécie Peckia (Pattonella) intermutans

(Diptera: Sarcophagidae), a partir de sequências nucleotídicas parciais do gene mitocondrial

Citocromo oxidase I (COI), de populações provenientes de regiões topograficamente distintas

do Estado de São Paulo e da cidade de Salvador, BA;

3. Validar uma metodologia para análise molecular de insetos da família

Sarcophagidae provenientes da região Neotropical, visando uma identificação mais acurada

das espécies. Principalmente, quando os exemplares disponíveis forem imaturos ou fêmeas,

cujo alto grau de semelhança morfológica interespecífica dificulta extremamente o trabalho

dos taxonomistas;

4. Iniciar a criação de um banco de dados a partir dos resultados obtidos,

caracterizando as espécies necrófagas de importância forense do Estado de São Paulo, que

poderá ser utilizado como parâmetro nas investigações criminais, visando avaliar aspectos

como movimento e deslocamento de corpos ou objetos utilizados em eventos criminais e

associação de suspeitos com a cena do crime.

–

ISTA E DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA DE ESPÉCIES DE DÍPTEROS DA SUBFAMÍLIA

ARCOPHAGINAE

IPTERA

)

NO TERRITÓRIO BRASILEIRO DE

1938

2008

IST AND GEOGRAPHIC DISTRIBUTION OF DIPTERAN SPECIES OF THE BRAZILIANS

ARCOPHAGINAE

IPTERA

ARCOPHAGIDAE

)

FROM

1938

2008

RESUMO. Neste trabalho, 194 espécies pertencentes à subfamília Sarcophaginae (Diptera),

incluídas em 30 gêneros, são listadas levando em conta suas respectivas distribuições

geográficas registradas no território brasileiro. Dos 20 estados da federação brasileira

considerados, pode-se dizer que somente os localizados na região Sudeste (com exceção do

Espírito Santo) têm um número de estudos que possibilita uma boa análise da variedade de

Sarcophaginae. Os gêneros com maior diversidade de espécies foram Oxysarcodexia (24,7%),

Lepidodexia (10,9%), Peckia (10,3%) e Dexosarcophaga (8%). Oxysarcodexia amorosa, O.

thornax, Peckia (Euboettcheria) collusor, Peckia (Pattonella) intermutans e Sarcodexia

lambens estão notavelmente distribuídas pelo país, ocupando a maioria dos estados. Apenas

quatro espécies foram registradas no arquipélago de Fernando de Noronha, incluindo

Nephochaetopteryx calida, que não apresenta até o momento registro de ocorrência para as

localidades continentais. A lista foi organizada a partir da análise de artigos publicados de

1938 a 2008 e inclui muitas espécies de importância médica, veterinária e/ou forense.

Palavras-chave: biodiversidade, sarcofagídeos, levantamento populacional, Brasil.

3.1 - Introdução

Na classe Insecta, a ordem Diptera é uma das mais diversificadas e bem catalogadas,

incluindo cerca de 150.000 espécies descritas (10 a 15% de todos os animais conhecidos), as

quais estão organizadas em aproximadamente 10.000 gêneros e 150 famílias (Yeates et al.,

2007). Entre estas figuram os Sarcophagidae, com cerca de 2.510 espécies catalogadas por

todo o mundo, a maioria concentrada em regiões continentais de clima quente (Pape, 1996).

Das três subfamílias de sarcofagídeos, os Miltogramminae são majoritariamente

cleptoparasitas de himenópteros (Spofford & Kurczewski, 1990), embora haja espécies

predadoras de ovos de répteis (Lopes 1982b; Trauth & Mullen, 1990). Entre os

Paramacronychiinae encontram-se indivíduos parasitóides de insetos e outros invertebrados

(Ferrar, 1987) e causadores de miíases em mamíferos (Sherman et al. 2000).

Sarcophaginae possui o maior número de espécies e a maioria é Neotropical,

diferentemente das outras duas subfamílias, um dos fatores que corrobora a hipótese de terem

se originado no Novo Mundo (Pape, 1996). Ocupam uma grande variedade de nichos,

variando entre comensais de plantas insetívoras (Dahlem & Naczi, 2006), coprófagos

(Mendes & Linhares, 2002; d´Almeida & Mello, 1996), predadores ou parasitas de moluscos

(Barker, 2004), parasitóides de insetos (Ferrar, 1987; Pape, 1994), causadores de miíases em

anfíbios (Eizemberg et al., 2007), répteis (Dodge, 1955) e mamíferos, incluindo o homem

(Guimarães & Papavero, 1999).

Algumas espécies desta subfamília podem ser bioindicadores de poluição ambiental

com metais pesados, observando-se sua relação trófica com anelídeos e moluscos (Pavel &

Polvony, 1994). Os saprófagos são úteis na terapia larval (Sherman et al. 2000) e, por se

alimentarem de tecidos mortos de invertebrados ou vertebrados em decomposição, possuem

reconhecida importância dentro das ciências forenses (Catts & Goff, 1992). Após a correta

identificação das espécies associadas a um cadáver, por exemplo, sobre os quais depositam

larvas de primeiro estádio que iniciam prontamente sua alimentação, dados referentes ao ciclo

de vida e distribuição geográfica podem oferecer pistas a respeito das circunstâncias da morte

(Benecke, 1998).

Encontram-se catalogados na literatura científica, muitos artigos descritivos da fauna

de sarcofagídeos de localidades específicas do Brasil, mas grande parte deles é de difícil

acesso, pois seus exemplares estão distribuídos em poucas bibliotecas do país, tornando o

trabalho de revisão bibliográfica demorado e exaustivo. Este artigo busca inventariar as

espécies de Sarcophaginae (Diptera: Sarcophagidae) encontradas no território brasileiro,

citando suas respectivas distribuições geográficas por estado da federação, e visa criar um

catálogo de referência que auxilie na identificação de espécies, principalmente as de

importância médica, veterinária e/ou forense.

3.2 - Material e Métodos

Foram analisados artigos científicos publicados entre 1938 e 2008, nos quais

constavam informações a respeito da diversidade e distribuição geográfica de espécies de

Sarcophaginae no Brasil. A compilação destes dados permitiu a confecção de uma tabela

indicadora de registro de ocorrência de cada espécie por estado brasileiro. O Distrito Federal

(DF) também será tratado aqui como um estado. Os dados referentes ao arquipélago de

Fernando de Noronha foram atribuídos ao estado de Pernambuco (PE), ao quel pertentece esta

localidade.

A variedade de espécies dentro de cada gênero, estado e região geográfica foi

analisada por meio de gráficos em termos percentuais relacionados ao total de espécies

listadas para o país.

Adiante, os dados que se encontram descritos e organizados em forma de lista, por

estado da federação e região geográfica, foram compilados da literatura seguindo este critério

de consulta para:

São Paulo (SP): Carvalho (1996); Carvalho et al. (2000); Carvalho et al. (2004); Guimarães

(2004); Linhares (1979 e 1981); Lopes (1938b, 1950, 1954 e 1973b); Lopes & Downs (1949); Lopes

& Leite (1991); Lopes & Tibana (1987 e 1988); Mendes (1991); Mendes & Linhares (1993);

Monteiro-Filho & Penereiro (1987); Moretti (2006); Pape (1996); Ribeiro (2003); Souza (1993);

Souza & Linhares (1997); Tavares (2003) e Thyssen (2000).

Rio de Janeiro (RJ): d’Almeida (1989); Leandro & d´Almeida (2005); Lopes (1938b, 1945a,

1950, 1954, 1971, 1973a, 1973b e 1988); Lopes & Leite (1991); Lopes & Tibana (1987 e 1988);

Oliveira et al.. (2002) e Pape (1996).

Espírito Santo (ES): Guimarães (2004); Lopes & Leite (1991); Lopes & Tibana (1987) e

Pape (1996).

Minas Gerais (MG): Dias et al. (1984); Guimarães (2004); Lopes (1945a, 1954 e 1973b);

Lopes & Downs (1949); Lopes & Leite (1991); Lopes & Tibana (1987 e 1988); Marchiori, C.H.

(1997); Marchiori & Linhares (1999a e 1999b); Pape (1996) e Rosa (2007).

Rio Grande do Sul (RS): Guimarães (2004); Lopes (1973b); Lopes & Leite (1991); Lopes &

Tibana (1987); Pape (1996) e Souza et al. (2008).

Santa Catarina (SC): Guimarães (2004); Lopes (1938b, 1945a e 1973b); Lopes & Downs

(1949); Lopes & Leite (1991); Lopes & Tibana (1987 e 1988) e Pape (1996).

Paraná (PR): Guimarães (2004); Lopes (1973b); Lopes & Leite (1991); Lopes & Tibana

(1987 e 1988); Moura et al. (1997) e Pape (1996).

Mato Grosso (MT): Guimarães (2004); Lopes (1938a, 1954 e 1973b); Lopes & Leite (1991);

Lopes & Tibana (1982 e 1987) e Pape (1996).

Goiás (GO): Guimarães (2004); Lopes (1938b, 1954, 1971 e 1973b); Lopes & Leite (1991);

Lopes & Tibana (1987); Marchiori (1997); Marchiori et al. (2003a e 2003b) e Pape (1996).

Brasília (DF): Barros et al. (2008); Lopes & Ferraz (1991) e Lopes & Tibana (1987).

Amazonas (AM): Carvalho-Filho & Espósito (2006); Lopes (1938b, 1954 e 1973b) e Lopes

& Tibana (1987).

Amapá (AP): Couri et al (2000) e Pape (1996).

Roraima (RR): Lopes & Leite (1991); Lopes & Tibana (1991) e Mello (1989).

Pará (PA): Lopes (1938b, 1945a e 1954); Lopes & Tibana (1987) e Pape (1996).

Bahia (BA): Lopes (1988); Lopes & Leite (1991); Lopes & Tibana (1987) e Pape (1996).

Pernambuco (PE): Cruz (2008); Lopes & Tibana (1987) e Pape (1996). Os dados do

arquipélago de Fernando de Noronha foram extraídos de Alvarenga (1962) e Couri et al. (2008).

Rio Grande do Norte (RN): Lopes & Downs (1949).

Ceará (CE): Guimarães (2004); Lopes (1954 e 1974); Lopes & Downs (1949) e Lopes &

Tibana (1987).

Maranhão (MA): Guimarães (2004); Lopes (1954) e Lopes & Tibana (1987).

Paraíba (PB): Lopes & Tibana (1987).

A nomenclatura utilizada para referir-se às espécies seguiu os critérios adotados e

atualizados em catálogo produzido por Pape (2006).

3.3 - Resultados e Discussão

Foram observadas 194 espécies de Sarcophaginae distribuídas em 20 estados do

território brasileiro. Entre os artigos analisados, a maioria daqueles que abordavam a

diversidade de dípteros necrófagos em geral, apontaram para uma maior riqueza e menor

abundância de sarcofagídeos comparados à outra família de grande importância forense, os

Calliphoridae (Cruz, 2008; Couri et al., 2008; Leandro & d’Almeida, 2005; Linhares, 1979 e

1981; Mendes, 1991; Moretti, 2006; Oliveira et al., 2002; Souza, 1993). Esta grande riqueza

é corroborada pelos dados da lista que segue abaixo (Tabela 3.1) constante da distribuição

geográfica das espécies por estado da federação.

Segundo Lopes (1945b), o Brasil é o país mais diversificado em espécies de

Oxysarcodexia, sendo as zonas que abrigam florestas tropicais seus centros de biodiversidade

(Lopes, 1988). Concordantemente encontra-se neste gênero o maior número de espécies

(24,7% do total), seguido por Lepidodexia (10,9%), Peckia (10,3%) e Dexosarcophaga

(8,0%). Cada um dos demais gêneros foi representado por menos de 5,5% das espécies

consideradas (Fig. 3.1).

Tabela 3.1. Lista de ocorrência e distribuição geográfica de espécies de dípteros da Subfamília Sarcophaginae (Diptera: Sarcophagidae) no

território brasileiro de 1938 a 2008. Localidades: São Paulo

, Rio de Janeiro

, Espírito Santo

, Minas Gerais

, Rio Grande do Sul

, Santa

Catarina

Paraná

, Mato Grosso

, Goiás

, Distrito Federal

, Amazonas

Amapá

, Roraima

, Pará

, Bahia

, Pernambuco

, Fernando de

Noronha

, Rio Grande do Norte

, Ceará

, Maranhão

e Paraíba

Distribuição por Estados da federação e por regiões geopoliticas

Sudeste Sul Centro-oeste Norte Nordeste

gêneros / espécies

16,17

Archimimus propinquus

Archimimus pseudobarbatus

Argoravinia alvarengai

Argoravinia rufiventris

X X X

Blaesoxipha (Acanthodotheca) acridiophagoides

X X

Blaesoxipha (Acanthodotheca) alcedo

X X

Blaesoxipha (Acanthodotheca) exuberans

Blaesoxipha (Acanthodotheca) inornata

Blaesoxipha (Acanthodotheca) lanei

X X X X

Blaesoxipha (Acanthodotheca) rudis

Blaesoxipha (Acridiophaga) sp.

Blaesoxipha (Gigantotheca) plinthopyga

16,17

Boettcheria aurífera

X X

Boettcheria retroversa

Dexosarcophaga ampullula

Dexosarcophaga aurifacies

Dexosarcophaga bidentata

Dexosarcophaga carvalhoi

X X X

Dexosarcophaga globulosa

X X X X

Dexosarcophaga hugoi

Dexosarcophaga inaequalis

X X

Dexosarcophaga lenkoi

Dexosacophaga lopesi

Dexosarcophaga paulistana

X X

Dexosarcophaga pusilla

Dexosarcophaga rafaeli

Dexosarcophaga succinta

Dexosarcophaga transita

X X X

Dexosarcophaga spp.

X X

Emblemasoma erro

Emblemasoma fumipenne

Emblemasoma lutzi

Emblemasoma macropodium

16,17

Emblemasoma neotropicum

Emblemasoma prosternale

Emblemasoma zikani

Emdenimyia korytkowskyi

X X

Engelimyia inops

X X X X X X X

Helicobia aurescens

X X X

Helicobia chapadensis

X X

Helicobia iheringi

Helicobia morionella

X X X

Helicobia pilífera

X X

Helicobia pilipleura

X X

Helicobia rapax

X X X

Helicobia sp.

X X X X X X X

Lepidodexia (Asiliodexia) elegans X

Lepidodexia (Dexomyiophora) facialis

Lepidodexia (Harpagopyga) pacta X X

Lepidodexia (Notochaeta) spp.

Lepidodexia (Notochaeta) carvalhoi

X X

Lepidodexia (Notochaeta) cognata X X X X X

Lepidodexia (Notochaeta) confusa X X

Lepidodexia (Notochaeta) cyaneiventris

16,17

Lepidodexia (Notochaeta) diversa

Lepidodexia (Notochaeta) sinopi

Lepidodexia (Notochaeta) fumipennis X X

Lepidodexia (Notochaeta) fuscianalis X

Lepidodexia (Notochaetisca)

malacophaga

Lepidodexia (Notochaetisca) oliverai X X

Lepidodexia (Notochaeta) parva

Lepidodexia (Notochaetisca) rosaliae X

Lepidodexia (Notochaetisca) santista X

Lepidodexia (Notochaetisca) travassosi X

Lepidodexia (Orodexia) opima

X X X X X X X

Microcerella erythropyga

Microcerella halli

X X X X X

Nephochaetopteryx augustifrons

X X

Nephochaetopteryx cálida

Nephochaetopteryx pacatubensis

Nephochaetopteryx pallidifacies

Nephochaetopteryx pallidiventris

X X X X X

Nephochaetopteryx sp.

X X X

Oxysarcodexia admixta

X X X X X X X

Oxysarcodexia adunca

X X

Oxysarcodexia amorosa

X X X X X X X X X X X X

16,17

Oxysarcodexia angrensis

X X X X X X X X X X

Oxysarcodexia augusta

X X X X X

Oxysarcodexia aura

X X

Oxysarcodexia avuncula

X X X X X X X X X

Oxysarcodexia bakeri

X X X X X X

Oxysarcodexia berlai

X X X

Oxysarcodeia bicolor

X X

Oxysarcodexia carvalhoi

X X X X X X X X X

Oxysarcodexia confusa

X X X X X

Oxysarcodexia culminata

X X X

Oxysarcodexia culminiforceps

X X X X X X

Oxysarcodexia tímida

Oxysarcodexia Diana

X X X X X X X X X

Oxysarcodexia eberti

X X

Oxysarcodexia floricola

Oxysarcodexia fringidea

X X X X X X X X X X

Oxysarcodexia fluminensis

X X X X X

Oxysarcodexia grandis

X X X

Oxysarcodexia inflata

X X X

Oxysarcodexia infuncta

X X X X X

Oxysarcodexia intona

X X X X X X X X

16,17

Oxysarcodexia meridionalis

X X X

Oxysarcodexia major

X X X X

Oxysarcodexia modesta

X X X X

Oxysarcodexia morretesi

X X X

Oxysarcodexia neivai

Oxysarcodexia occulta

X X X

Oxysarcodexia parva

X X X X X

Oxysarcodexia paulistanensis

X X X X X X

Oxysarcodexia peculiaris

X X

Oxysarcodexia petropolitana

X X X

Oxysarcodexia riograndensis

X X X X

Oxysarcodexia sp.

X X X X X

Oxysarcodexia simplicoides

X X X

Oxysarcodexia terminalis

X X X X

Oxysarcodexia tímida

X X X X

Oxysarcodexia thornax

X X X X X X X X X X X X X X X* X X

Oxysarcodexia varia

X X

Oxysarcodexia villosa

Oxysarcodexia vittata

X X

Oxysarcodexia xanthosoma

X X X X X X X X X

Oxyvinia excisa

X X

16,17

Oxyvinia uraricoera

Pacatuba matthewsi

Peckia (Euboettcheria) alvengarai

X X

Peckia (Euboettcheria) anguilla

X X X X X X X

Peckia (Euboettcheria) australis

X X X X X

Peckia (Euboettcheria) collusor

X X X X X X X X X X X X X

Peckia (Euboettcheria) epimelia

X X

Peckia (Euboettcheria) florencioi

X X X X X

Peckia (Euboettcheria) roppai

Peckia (Euboettcheria) subducta

Peckia (Euboettcheria) sp.

X X X X X X

Peckia (Pattonella) intermutans

X X X X X X X X X X X X X

Peckia (Pattonella) resona

X X X

Peckia (Pattonella) smarti

X X X

Peckia (Pattonella) pallidipilosa

Peckia (Peckia) adolenda

X X X

Peckia (Peckia) chrysostoma

X X X X X X X X X X

Peckia (Peckia) pexata

X X X X

Peckia (Squamatodes) abnormis

X X X X X X

Peckia (Squamatodes) ingens

X X X X X X X X X X X

Peckia (Squamatodes) trivittata

X X X X X

Peckiamyia abnormalis

16,17

Peckiamyia expuncta

X X

Ravinia advena

X X X X X X X X

Ravinia almeidai

X X X X X

Ravinia aureopyga

Ravinia belforti

X X X X X X X X X X

Ravinia effrenata

Retrocitomyia retrocita

Rettenmeyerina serrata

Sarcodexia lambens

X X X X X X X X X X X X

Sarcodexia sp.

Sarcofahrtiopsis cuneata

X X X X

Sarcophaga (Bercaea) áfrica

X X X

Sarcophaga (Liopygia) crassipalpis X

Sarcophaga (Liopygia) ruficornis X X X

Sarcophaga (Lipoptilocnema) crispina X X X

Sarcophaga (Lipoptilocnema) crispula X X X X

Sarcophaga (Lipoptilocnema) koehleri

Sarcophaga (Lipoptilocnema) misella

Sarcophaga (Lipoptilocnema) sp. X X X

Sarcophaga (Mehria) sp. X

Sarcophaga (Neobellieria) polistensis X X X X

Sarcophaga (Parasarcophaga) sp.

16,17

Sarcophaga (Sarcophaga) carnaria

Sinopiella rotunda

Sinopiella rufopilosa

Titanogrypa minensis

Titanogrypa (Sarconeiva) fimbriata X X X

Titanogrypa (Sarconeiva) iheringi X X

Titanogrypa (Cuculomyia) larvicida X X X

Thomazomyia fluminensis

Thomazomyia kempfi

Thomazomyia paralis

Tricharaea (Sarcophagula) canuta X X X

Tricharaea (Sarcophagula) indonata X

Tricharaea (Sarcophagula) macrophthalma

Tricharaea (Sarcophagula) occidua X X X X X X X X X X X X

Tricharaea (Sarcophagula) ramirezi X

Tricharaea (Sarcophagula) sp. X X X X X

Tripanurga albicans

X X X X X X X

Udamopyga diversa

X X X

Udamopyga malacophila

X X X

Udamopyga neivai

X X X X

Udamopyga percita

X X

Udamopyga setigena

Udamopyga sp.

Villegasia almeidai

X X

Fig. 3.1. Percentual de espécies de Sarcophaginae, levando em conta o gênero, catalogadas

em todo o Brasil de 1938-2008.

Peckia 10,3%

Ravinia 2,9%

Sarcophaga 5,2%

Titanogrypa 2,3%

Tricharaea 2,9%

Thomazomyia

1,7%

Udamopyga 2,9%

Outros 13,2%

Blaesoxipha 4,0%

Dexosarcophaga

8,0%

Emblemasoma

4,0%

Helicobia 4,0%

Oxysarcodexia

24,7%

Lepidodexia 10,9%

Nephochaetoptery

x 2,9%

Algumas espécies foram encontradas em todas as regiões do país. Entre estas, a de

distribuição geográfica mais ampla foi O. thornax, ocorrendo em 17 estados, sendo também

notáveis sob este parâmetro O. amorosa (12 estados), Peckia (Euboettcheria) collusor (13

estados), P. (Pattonella) intermutans (13 estados), Sarcodexia lambens (12 estados) e Ravinia

belforti (10 estados). Outras ocorreram em todas as regiões, exceto no Sul (Dexosarcophaga

globulosa, O. carvalhoi, O. fringidea, O. xanthossoma, Peckia (E.) anguilla, P. (Peckia)

chrysostoma, P. (Squamatodes) abnormalis, P. (S.) ingens, P. (S.) trivittata e Tricharaea

(Sarcophagula) occidua), no Nordeste (Engelimyia inops, O. angrensis, e Tripanurga

albicans) ou no Norte (O. avuncula, R. almeidai e Udamopyga neivai).

A exclusão de tal número de espécies da região Sul do país em relação às demais não

causa surpresa se consideradas suas condições climáticas. No entanto, é interessante

destacarmos que foram encontradas nesta, a de menor variedade de espécies (Fig. 3.2), oito

Sarcophaginae não registrados nas demais regiões, incluindo a Sudeste, geograficamente

adjacente e melhor estudada quanto à fauna dos dípteros em questão (Fig. 3.3): Lepidodexia

(Notochaetisca) rosalie, L. (N.) travassosi, O. floricola, O. villata, R. aureopyga, Sarcophaga

(Liopygia) crassipalpis, Sarcophaga (Lipoptilocnema) koehleri e Udamopyga setigena).

Fig. 3.2. Percentual de espécies de Sarcophaginae catalogadas para cada região geopolítica do

território brasileiro de 1938-2008.

24,7

68,4

36,8

27,6

34,5

100

Percentual de espécies catalogadas (%)

Sul Sudeste Centro-oeste Norte Nordeste

Fig. 3.3. Percentual de espécies de Sarcophaginae catalogadas para cada estado da federação,

incluindo o arquipélago de Fernando de Noronha (FN), pertencente ao estado de Paenambuco

(PE).

40,8

49,4

5,7

39,1

7,5

16,7

9,8

23,6

11,5

15,5

10,3

7,5

15,5

13,8

5,2

13,2

2,3

0,6

26,4

4,0

0,6

100

Percentual de espécies catalogadas (%)

SP RJ ES MG RS SC PR MT GO DF AM AP RR PA BA PE FN RN CE MA PB

O valor observado na Figura 3.2 para a região Sudeste resulta das grandes quantidades

de espécies em relação ao total listado encontradas no Rio de Janeiro (49,4%), em São Paulo

(40,8%) e em Minas Gerais (39,1%), muito superiores às dos demais estados (Fig. 3.3). Ainda

sob este aspecto, destaca-se no Centro Oeste o Mato Grosso (23,6%). Apesar do clima

tropical quente e úmido, os estados do Norte exibem uma variedade de espécies

aparentemente baixa, certamente, em função da falta de estudos nesta região. O mesmo se

conclui a respeito do Nordeste, onde apenas o Ceará apresenta uma boa contagem de espécies

(26,4%), principalmente, em função dos trabalhos de Lopes e seus colaboradores.

Alvarenga (1962) descreveu Nephocaetopteryx calida, espécie não encontrada em

terras continentais do Brasil, como único sarcofagídeo presente no arquipélago de Fernando

de Noronha (03º51’00’’S e 32º25’00’’O), pertencente ao estado de Pernambuco, porém, mais

próximo da costa de Natal (RN), a 360 Km. Couri et al. (2008) analisaram dípteros coletados

nesta localidade em 1973 e não encontraram a espécie citada acima e sim O. thornax (mais de

90% dos espécimes coletados), P. (P.) chrysostoma e T. (S.) occidua.

Lepidodexia (Notochaeta) dimidiata é citada por Lopes (1945a) e Pape (1996) como

constituinte da fauna brasileira. No entanto, nenhum dos autores especifica a localidade onde

seus exemplares teriam sido encontrados.

Na lista, observam-se muitas espécies encontradas em apenas uma das regiões

geográficas ou um dos estados do país. Contudo, inferências sobre endemismo são arriscadas,

pois os dados do Sudeste são referenciados por um número de artigos bem maior em relação

às outras regiões (com exceção àqueles relativos ao estado do Espírito Santo), representando a

maior variedade de Sarcophaginae descrita em nosso território. Nas outras áreas brasileiras

estudos acerca da fauna de sarcofagídeos ainda são muito incipientes, chegando à inexistência

de quaisquer informações sobre sua diversidade para alguns estados (Sergipe, Alagoas, Piauí,

Tocantins, Mato Grosso do Sul, Rondônia e Acre).

Ao comparar a análise da variedade de espécies por gênero no Brasil (Fig. 3.1) com

aquela realizada isoladamente para a região Sudeste (Fig. 3.4) percebe-se que Oxysarcodexia

se mantém à frente, chegando a subir alguns pontos percentuais (de 24,7% para 31,1%).

Porém, este gênero é seguido agora por Peckia (10,9%), Lepidodexia (7,6%) e Helicobia

junto com Emblemasoma (5,0% cada). Os outros gêneros não atingiram a diversidade de

espécies destes últimos.

Fig. 3.4. Percentual de espécies de Sarcophaginae, levando em conta o gênero, catalogadas no

Sudeste do Brasil de 1938-2008.

Deve ser salientado que as variações não se limitam ao nível interespecífico. Lopes

(1974) relatou diferenças morfológicas entre populações de Udamopyga neivai do Rio de

Janeiro (RJ) e de Pacatuba (CE), distantes cerca de 3500 Km, apontando para um possível

início de especiação. Na lista, podem ser observadas muitas outras espécies cujas populações

estão sob condições semelhantes de possível isolamento geográfico. Mendes & Linhares

(1993) relatam mudanças na estrutura comunitária de sarcofagídeos da zona urbana de

Campinas (SP), comparando seus dados aos obtidos na década anterior por Linhares (1981).

Também há discrepâncias entre dados de sinantropia e hábito alimentar para diferentes

populações da mesma espécie (Couri et al., 2008; Oliveira et al., 2002; Leão et al., 1995;

d’Almeida et al., 1991; d’Almeida, 1984; Linhares, 1981; Ferreira, 1979), sugerindo que esta

seja potencialmente mais relevante no âmbito médico-veterinário em uma determinada

localidade do que em outra e tenha grande potencial adaptativo.

A lista de Sarcophaginae obtida (Tabela 1), a qual ainda pode ser ampliada, nos faz

crer que o Brasil, consensualmente reconhecido como o país de maior biodiversidade no

mundo, também deva sustentar este status especificamente em relação aos Sarcophagidae. Por

exemplo, considerando-se toda a família, Pakalniskis et al. (2000) relataram apenas 28

Oxysarcodexia 31,1%

Sarcophaga 4,2%

Ravinia 2,5%

Peckiamyia 1,7%

Peckia 10,9%

Lepidodexia 7,6%

Helicobia 5,0%

Emblemasoma 5,0%

Outros 6,7%

Tricharaea 3,4%

Thomazomyia 1,7%

Udamopyga 3,4%

Titanogrypa 2,5%

Microcerella 1,7%

Nephochaetopteryx

1,7%

Dexosarcophaga 4,2%

Boettcheria 1,7%

Blaesoxipha 3,4%

Archimimus 1,7%

espécies para a Lituânia, Hayat et al. (2008) constataram 86 espécies na Turquia e McAlpine

et al. (1989) citam, aproximadamente, 300 espécies para a região Paleartica e 250 para a

Neartica, inferindo ainda que os componentes da tribo Sarcophagini desta última teriam

origem na fauna neotropical. As espécies aqui listadas, apenas dentro de uma subfamília,

representam cerca de 25% dos sarcofagídeos neotropicais, de acordo com valores estimados

por Pape (1996). Contudo, é notória a demanda de estudos mais detalhados, principalmente,

no estado do Espírito Santo e nos outros fora da região Sudeste. O conhecimento de dados

relacionados à diversidade, biogeografia, bionomia e biologia destes insetos assume grande

importância, visto que os mesmos podem provocar danos à atividade pecuária e à saúde

pública (Guimarães & Papavero, 1999) ou gerar informações úteis às ciências forenses (Catts

& Goff, 1992).

A grande magnitude da biodiversidade intraespecífica e interespecífica em

Sarcophaginae permite percebermos o quão distantes estamos de um conhecimento

consistente a respeito dos caracteres ecológicos e biológicos de suas espécies. No Brasil,

contamos com o apoio de numerosos cientistas no levantamento destes dados e, em especial,

com a notável contribuição deixada pelo Prof. Dr. Hugo de Souza Lopes, reconhecidamente, o

maior especialista neste grupo de todos os tempos, tendo descrito aproximadamente 15% das

espécies de sarcofagídeos conhecidas (Verves, 1989). Contudo, a busca da compreensão de

tamanha biodiversidade exige esforços continuados e integrados por parte da comunidade

científica mundial ligada à Dipterologia. Neste artigo bucamos oferecer uma pequena

contribuição nesse sentido.

–

USO DE SEQUÊNCIA DO GENE

COI

(DNA

)

PARA ANÁLISE DA VARIABILIDADE DE

POPULAÇÕES DA ESPÉCIE

ECKIA

ATTONELLA

)

INTERMUTANS

IPTERA

ARCOPHAGIDAE

)

DOS ESTADOS DE

ÃO

AULO E

AHIA

RASIL

HE USE OF

COI

DNA

SEQUENCE TO ANALYSIS THE VARIABILITY OF

ECKIA

ATTONELLA

)

INTERMUTANS

IPTERA

ARCOPHAGIDAE

)

FROM

ÃO

AULO AND

AHIA

TATES POPULATION

RAZIL

RESUMO. Foram obtidas seqüências nucleotídicas de 427 pb (pares de base) do gene

mitocondrial (mtDNA) citicromo oxidase I (COI) de 34 indivíduos de P. (P.) intermutans

(Walker) (Diptera: Sarcophagidae) coletados nos estados de São Paulo (Campinas, Mogi-

Guaçu, Jundiaí e Ubatuba) e Bahia (Salvador), sendo estas alinhadas pelo ClustaX e

submetidas à verificação dos índices de variabilidade genética (D, Fst, Gst). As mesmas

seqüências foram encaminhadas também às análises filogenética (NJ e MP) pelo MEGA4. Os

indivíduos de Ubatuba apresentaram maior divergência em relação aos das outras populações

paulistas do que aqueles obtidos em Salvador, um resultado que foi corroborado por todas as

formas de análise, sugerindo fluxo gênico extremamente reduzido ou até isolamento

geográfico desta primeira população em relação às demais. As árvores filogenéticas também

evidenciaram a distinção da população de Ubatuba, mas não resolveram a relação entre os

demais grupos de P. (P.) intermutans, indicando a necessidade de intensificação das coletas e

aperfeiçoamento dos métodos de amplificação para a obtenção de seqüências maiores e mais

informativas, inclusive de outros genes mitocondriais e nucleares. A resolução destas

filogenias poderia permitir a validação de testes de identificação população-específicos para

esta espécie de importância forense.

Palavras-chave: citocromo oxidase I, Sarcophagidae, variabilidade genética, Entomologia

Forense.

4.1 - Introdução

A família Sarcophagidae (Diptera) agrega um grande número de espécies necrófagas

amplamente distribuídas que figuram entre os primeiros componentes da fauna cadavérica a

colonizarem corpos de humanos e outros animais (Byrd & Castner, 2001), depositando sobre

os mesmos ou nas proximidades larvas de primeiro instar ao invés de ovos (Denno & Cothran,

1976), o que as torna mais rápidas e capazes em acessar o alimento mesmo quando coberto

por algum material.

Entre as mais de 750 espécies neotropicais de sarcofagídeos, Peckia (Pattonella)

intermutans (Walker), encontrada do México ao Paraguai (Pape, 1996), é uma das mais

frequentemente capturadas em experimentos com carcaças de animais e armadilhas para

moscas no sudeste do Brasil, onde é considerada hemissinantrópica (Linhares, 1981;

D’Almeida, 1984; Dias et al., 1984; Carvalho et al., 2000; Oliveira et al., 2002; Leandro &

D’almeida, 2005; Moretti et al., 2008). Carvalho et al. (2000) encontraram exemplares desta

espécie em carcaças de porcos expostas a uma área de floresta cercada por ambiente urbano e

em cadáveres humanos no Instituto Médico Legal na cidade de Campinas, São Paulo,

atribuindo-lhe importância como indicador forense para o intervalo pós-morte (IPM).

No entanto, em vista das grandes variações biológicas observadas mesmo entre

espécies de dípteros visualmente muito semelhantes e evolutivamente próximos, a utilização

de dados entomológicos em causas forenses depende da identificação precisa dos espécimes

utilizados como referência, sob o risco de se incorrer em conclusões erradas sobre as

circunstâncias do crime caso isso não seja feito (Higley & Haskell, . 2001).

A despeito da grande variedade de sarcofagídeos, muitas espécies da família são

morfologicamente indistinguíveis entre si, principalmente nos estágios imaturos (Byrd &

Castner, 2001), mas algumas delas, mesmo na fase adulta, só podem ser diferenciadas através

da genitália dos machos (Carvalho & Mello-Patiu, 2008) (os menos freqüentes em carcaças

ou cadáveres), o que proporciona um grande desafio ao entomologista forense. Diante destas

dificuldades taxonômicas, vem crescendo a utilização de marcadores moleculares em busca

de padrões de polimorfismo intra e interespecífico em Sarcophagidae, embora de forma ainda

incipiente em comparação com os dados desta natureza já levantados para o outro grupo de

maior importância forense, os Calliphoridae (Wells & Stevens, 2008).

O DNA mitocondrial (DNAmt) e o DNA nuclear ribossomal (DNAr) têm sido as

maiores fontes de marcadores moleculares não só para dípteros, mas também para outros

insetos (Caterino et al., 2000). Nos poucos artigos publicados sobre análises moleculares com

sarcofagídeos observa-se a utilização de diferentes marcadores do DNAmt, as regiões que

codificam a subunidade I do gene citocromo oxidase (COI) e a subunidade 5 do gene NAD

desidrogenase (ND5) (Wells et al., 2001; Zehner et al., 2004). Ratcliffe (2003) utilizou

regiões do DNA nuclear ribossomal (DNAr), os espaçadores internos transcritos 1 e 2 (ITS1 e

ITS2) e os codificadores das subunidades das regiões 18S e 28S do RNA ribossomal (RNAr),

para a observação de polimorfismo genético entre dípteros, incluindo os Sarcophagidae.

Recentemente, Stamper (2008) inferiu o monofiletismo de 21 espécies pertencentes a 11

gêneros desta família pela análise filogenética de seqüências do mtDNA (COI, COII e ND4) e

do gene nuclear codificador do fator de elongação 1α (EF-1α).

O presente estudo visa analisar de forma inédita a variabilidade genética entre

populações de P. (P.) intermutans de diferentes municípios do Estado de São Paulo e de

Salvador (BA), localidades separadas por diferentes distâncias e com características

geográficas distintas, através de seqüências parciais do gene COI, trazendo informações que

podem ser úteis às ciências forenses pela caracterização regional da espécie e pela

possibilidade de validar um método para sua identificação através de um marcador molecular.

4.2

Material e métodos

Coleta e criação dos exemplares para o estudo. Realizaram-se coletas através de

armadilhas em cinco localidades com características topográficas e climáticas distintas, sendo

quatro dentro do Estado de São Paulo (Jundiaí, Campinas, Mogi-Guaçu e Ubatuba) e uma no

Estado da Bahia (Salvador). Tomando como ponto de partida o município de Campinas,

Jundiaí encontra-se a uma distância de 40 km, Mogi-Guaçu a 71 Km, Ubatuba a 290 km e

Salvador a 1982 km. As coordenadas geográficas estão expressas na Tabela 4.1.

Tabela 4.1. – Localidades onde foram coletados os exemplares de P. (P.) intermutans com

suas respectivas coordenadas geográficas.

Localidade Coordenadas Geográficas

Ubatuba (SP) 23º26’02’’ S e 45º04’15’’ O

Campinas (SP) 22º54’21’’ S e 47º03’39’’ O

Mogi-Guaçu (SP)

22º22’19’’ S e 46º56’31’’ O

Jundiaí (SP) 23º11’09’’ S e 46º53’02’’ O

Salvador (BA) 12º58’15’’ S e 38º30’39’’ O

As armadilhas (Fig. 4.1), confeccionadas com recipientes plásticos de fundo perfurado

e pintadas com tinta preta fosca, seguindo a metodologia proposta por Ferreira (1978), foram

mantidas suspensas por um período de 24h nos ambientes e localidades previamente

determinados, repetindo-se o procedimento por cinco dias consecutivos. Para atração dos

insetos foram utilizadas iscas como vísceras de frango, carcaças de peixe e fígado bovino,

todos crus e em decomposição. Após cada período de coleta, removiam-se os recipientes.

Fig. 4.1 - Armadilha utilizada para coletar exemplares da espécie em estudo.

No laboratório, os espécimes capturados eram anestesiados sob baixa temperatura e

submetidos à identificação espécie-específica de acordo com a chave de Carvalho & Mello-

Patiu (2008). Entre os indivíduos identificados como P. (P). intermutans, alguns foram

mortos por congelamento e encaminhados às análises moleculares (Tabela 4.2) e outros foram

acomodados em gaiolas para o estabelecimento de criações nos laboratórios de Entomologia

do IB, UNICAMP, Campinas, SP, e de Ecologia de Populações do IB, UNESP, Botucatu, SP.

Tabela 4.2 - Indivíduos de P. (P.) intermutans das diferentes localidades utilizados nas

análises moleculares e seus respectivos códigos de identificação.

Localidade Sexo Código de identificação do Individuo

Machos

UBA70, UBA71

Ubatuba

Fêmeas

UBA53, UBA69, UBA72, UBA73, UBA74

Machos

CAM55, CAM56

Campinas

Fêmeas

CAM78, CAM79, CAM80, CAM82, CAM83, CAM84, CAM85

Mogi-Guaçu

Fêmeas

MGU91, MGU92, MGU94, MGU96, MGU97

Jundiaí

Fêmeas

JUN99, JUN104, JUN105, JUN106, JUN107, JUN110

Salvador

Machos

SAL59, SAL60, SAL61, SAL62, SAL63, SAL64, SAL67

Análises moleculares

Extração de DNA. Foram testadas diferentes técnicas de extração de DNA a fim de se

estabelecer, através do protocolo mais eficiente, a padronização do processo neste estudo:

fenol-clorofórmio de acordo com Sambrock et al. (1989), fenol-clorofórmio de acordo com

Sperling et al. (1994), extração através de sal (Aljanabi & Martinez, 1997), Wizard Genomic

DNA Purification Kit (Promega) - Isolating genomic DNA from tissue culture cells and

animal tissue e DNeasy Tissue Kit (Qiagen) - Purification of Total DNA from Animal Tissues.

Este último foi escolhido como padrão ao ter mostrado melhor desempenho em relação à

praticidade e boa qualidade do material obtido com longa durabilidade após ser armazenado

adequadamente.

Antes de servirem à extração do DNA, os exemplares de P. (P) intermutans,

previamente conservados em etanol 96% a 100%, foram dissecados com o auxílio de pinça e

estilete, de modo que a cabeça, as pernas, as asas e o abdome, após serem removidos,

removidos foram armazenados como material de testemunho sob as mesmas condições

descritas acima para os animais íntegros. Apenas o tórax de cada espécime foi utilizado como

fonte do material genético.

O procedimento para a extração do DNA genômico total seguiu as instruções contidas

no manual do DNeasy Tissue Kit (Qiagen) para o protocolo Purification of Total DNA from

Animal Tissues, iniciando-se pela maceração do tórax inteiro (sem apêndices) de cada mosca

individualmente até a homogeneização dentro de um tubo Eppendorf de 1,5mL com o auxílio

de um pistilo motorizado. Uma única modificação foi realizada no protocolo descrito pelo

manual: utilização de 40µl de proteinase K para a trituração do material ao invés dos 20µl

sugeridos pelo fabricante.

Todas as amostras de DNA extraídas foram mantidas individualmente em tubos

Eppendorf de 1,5 mL e armazenadas a -20ºC.

Amplificação do DNA pela PCR. Foram testados quatro pares de iniciadores (primers)

para a amplificação de um segmento do gene COI. Os iniciadores de Zehner et al. (2004),

Sperling et al. (1994) e este último modificado para SARCI 5’-

CAGCTACTTTATTGATCTTT-3’ e SARC II 5’-CATTTCAAGCTGTGTAAGC-3’ não

ofereceram bons resultados. Assim, com base em uma seqüência de Peckia (Peckia)

chrysostoma, encontrada no GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Genbank/) sob o número

de acesso AF259515, e o auxílio do programa Gene Runner 3.05 (Hastings Sotware Inc.,

1994), o par de iniciadores descrito abaixo foi desenhado especificamente para este projeto:

Peckia For-1: 5’-CGAGCHGAATTAGGWCAYCC- 3’

Peckia Rev-1: 5’-GGGTGTCCGAAAAATCAGAA- 3’

Estes oligonucleotídeos foram sintetizados pela Invitrogen, e funcionaram de maneira

satisfatória na reação da polimerase em cadeia.

As reações de amplificação procederam em um termociclador T-Gradient Thermblock

da Biometra, utilizando-se 12,5µl de Go Taq Colorless Mastermix (Promega), 1,0µl do

iniciador Peckia For-1 (10µM), 1,0µl do iniciador Peckia Rev-1 (10µM), 1- 4µl de DNA em

eluição (dependendo da qualidade da amostra extraída) e ddH

O (água duplamente deionizada)

até completar o volume final de 25µl. Os ciclos de temperatura incluíram um passo inicial de

desnaturação de 3min a 94ºC seguido por 35 ciclos de 1min a 94ºC para desnaturação, 1min a

55ºC para anelamento e 1,5min a 72ºC para extensão. Ao último ciclo acrescentou-se um

passo de elongação de 5min a 72ºC.

Os produtos da PCR foram submetidos à eletroforese em gel de agarose 1% (Sigma,

USA) em tampão 1x TBE (40mM Tris-acetate e 1mM EDTA, pH 8.0) a 80V, tratados com

solução de brometo de etídeo (EtBr) e fotografados usando-se uma câmera digital Canon com

entrada e saída acopladas, respectivamente, a um transiluminador UVB e um computador. O

tamanho dos fragmentos amplificados foi estimado por comparação com os marcadores

padrão de peso molecular ΦX174/HaeIII e 1-kb DNA Ladder.

Purificação do DNA amplificado. As amostras amplificadas foram purificadas por

meio da centrifugação em coluna com o QIAquick PCR Purification Kit da Qiagen. Os

amplicons (seqüências amplificadas) purificados foram submetidos à eletroforese em gel de

agarose 1% (Sigma, USA) em tampão 1x TBE (40mM Tris-acetate e 1mM EDTA, pH 8.0) a

80V, tratados com solução de brometo de etídeo (EtBr) e fotografados usando-se uma câmera

digital Canon com entrada e saída acopladas, respectivamente, a um transiluminador UVB e

um computador. Para que as amostras fossem enviadas ao sequenciamento, a quantidade de

DNA presente em cada uma delas foi estimada através de análise comparativa com o Low

Mass Ladder da Invitrogen.

Seqüenciamento das amostras. Produtos da PCR purificados contendo no mínimo

20ng de DNA foram encaminhados ao seqüenciamento, realizado pelo Centro de

Biotecnologia do Instituto Butantã em São Paulo, SP, através do método Dye terminator, com

o equipamento 3100 Genetic Analyzer da Applied Biosystems.

Alinhamento das seqüências. As 34 sequencias de P. (P.) intermutans obtidas foram

alinhadas pelo ClustalX (Thompson et al., 1997) e, posteriormente, tratadas no programa

Bioedit (Hall, 1999) para que se fizessem os ajustes necessários, permanecendo com o

comprimento correspondente a 427pb.

Estimativa dos parâmetros de diversidade genética. Analisamos a distribuição da

variabilidade de nucleotídeos nas seqüências de um mesmo grupo ou de grupos diferentes

com o suporte do pacote DNAsp (Rozas & Rozas, 1995; Rozas et al. 2003), o qual estima

parâmetros de diversidade de nucleotídeos (π) para duas populações e a diversidade de

haplótipos (h).

Análises filogenéticas. Para as análises filogenéticas, realinharam-se as seqüências

junto às de outras espécies de sarcofagídeos extraídas do GenBank (Tabela 4.3), formando-se

dois grupos separados: em um deles constavam P. (P.) intermutans, P. (Peckia) chrysostoma

e Blaesoxipha (Gigantotheca) plinthopyga; no outro, estas três espécies e mais Sarcophaga

omari, S. (Lioproctia) aureolata, S. (L.) pattoni, S. (Liopygia) crassipalpis, Sarcophaga (L.)

ruficornis, S. (Liosarcophaga) brevicornis, S. (L.) scopariiformis, S. (Neobellieria) bullata, S.

(N.) cooleyi, S. (Parasarcophaga) albiceps, S. (P.) taenionota, S. (Robineauella) javana e S.

(Seniorwhitea) princeps.

Duas árvores filogenéticas foram construídas para cada grupo com o apoio do

programa MEGA4 (Tamura et al., 2007), uma por método de distância – Neighbour-joining

(NJ) - e outra por máxima parcimônia (MP). Em ambos os casos, obtiveram-se as topologias

pelo modelo de substituição de nucleotídeos Kimura dois-parâmetros (Kimura, 1980). Os

valores de diferenças entre os ramos dos diversos taxa foram obtidos depois de 500 réplicas

testadas pelo bootstrap. Para o enraizamento das árvores, a seqüência de B. (G.) plinthopyga

foi utilizada como grupo externo.

Tabela 4.3 - Espécies de Sarcophagidae cujas seqüências foram coletadas no GenBank.

Nomenclatura específica de

acordo com Pape (1996)

Nomenclatura específica

indexada no GenBank

Código de acesso

no GenBank

B. (G.) plinthopyga B. plinthopyga AF259514

- S. omari * FJ974742

P. (P.) chrysostoma P. chrysostoma AF259515

S. (L.) aureolata S. (L.) aureolata EF405951

S. (L.) brevicornis S. brevicornis EF405936

S. (L.) crassipalpis S. crassipalpis AF259510

S. (L.) pattoni S. pattoni FJ479724

S. (L.) ruficornis S. ruficornis EF405940

S. (L.) ruficornis S. ruficornis EF405941

S. (L.) scopariformis S. scopariformis FJ479745

S. (N.) bullata S. bullata AF259506

S. (N.) cooleyi S. cooleyi AF259507

S. (P.) albiceps S. albiceps EF405932

S. (P.) albiceps S. albiceps EF405931

S. (P.) taenionota S. taenionota EF405934

S. (R.) javana S. javana FJ479733

S. (S.) princeps S. princeps EF405948

S. (S.) princeps S. princeps EF405949

* este epíteto específico é ausente no catálogo de sarcofagídeos elaborado por Pape (1996). Portanto,

não há como garantir a correta identificação do espécime fornecedor da seqüência.

4.3

Resultados e discussão

Encontrou-se alta biodiversidade dentro da espécie P. (P.) intermutans, expressa de

forma mais notória pelos representantes da população de Ubatuba, a qual exibiu o maior

número de haplótipos (h), três vezes mais sítios polimórficos (S) do que as populações de

Campinas e Mogi-Guaçu, além de diversidade de nucleotídeos (π) (Nei, 1987) e média do

numero de diferenças de nucleotídeos (k) (Tajma, 1983) significativamente superiores às

demais populações analisadas (Tabela 4.4).

O modelo de evolução neutra (Kimura, 1983) prediz que locos mitocondriais não são

afetados pela seleção natural, evoluindo em função de processos estocásticos como a deriva

genética. Embora estudos mais recentes venham de encontro a este modelo, sugerindo que as

variações encontradas em certos genes mitocondriais podem ser relacionadas à seleção natural

(Ballard & Kreitman, 1994; Rand et al., 1994; Nachman et al., 1996; Cesane et al., 1997;

Nachman, 1998; Gerber et al., 2001), ao aplicamos o teste de neutralidade evolutiva de

Tajima (1989), o índice “D”, que compara a diversidade de nucleotídeos em relação ao

numero de mutações e ao numero de sítios variáveis, assume valores indicadores de que todas

as populações são seletivamente neutras para p>0,10 quanto ao loco gênico utilizado como

marcador (Tabela 4.4).

Tabela 4.4 - Índices de variabilidade genética e neutralidade entre indivíduos de P. (P.)

intermutans coletados das populações de São Paulo e da Bahia.

Localidade N S h π k H

Campinas 9 2 2 0,00104 0,444 0,222 -1,36240*

Mogi-Guaçu 5 2 2 0,00187 0,800 0,400 -0,97260*

Jundiaí 6 0 1 0 0 0 0*

Ubatuba 7 5 3 0,00558 2,381 0,762 0,82563*

Salvador 7 1 2 0,00067 0,286 0,286 -1,00623*

Total 34 7 5 0,00328 1,3993

0,412 -1,16210*

Onde: N = número de indivíduos; S = número de sítios polimórficos; h = número de haplótipos; π =

diversidade de nucleotídeos; k = diferença média de nucleotídeos; H

= diversidade de haplótipos; D =

teste de neutralidade de Tajima. * Diferença estatística não-significativa para p > 0,10.

Foram medidos o número médio de diferenças de nucleotídeos (k

) e o número médio

de substituições nucleotídicas por sítio (D

) entre pares de populações (Nei, 1987). Os

resultados mostrados na Tabela 4.5 permitem perceber que os indivíduos de população de

Ubatuba formam um grupo notadamente distinto, apresentando um nível de divergência em

relação às outras populações significativamente maior do que aquele observado entre as

mesmas.

Tabela 4.5 - Analise da divergência genética entre pares das diferentes populações estudadas.

Populações comparadas k

Mogi-Guaçu – Ubatuba 3,257 0,00763

Campinas – Ubatuba 3,206 0,00751

Jundiaí – Ubatuba 3,143 0,00736

Salvador – Ubatuba 3,286 0,00769

Mogi-Guaçu – Salvador 0,543 0,00127

Campinas - Mogi-Guaçu 0,533 0,00125

Mogi-Guaçu – Jundiaí 0,400 0,00094

Campinas – Salvador 0.365 0.00085

Campinas – Jundiaí 0.222 0.00052

Jundiaí – Salvador 0.143 0.00033

Onde: k

= número médio de diferenças de nucleotídeos; D

= número médio de substituições

nucleotídicas por sítio.

A extensão da diferença genética entre populações também é estimada pelo coeficiente

(Wright, 1965), sendo pressuposto que a freqüência gênica dentro de um grupo tende em

divergir ao longo do tempo como resultado da ação de fatores evolutivos como mutação,

seleção natural, deriva genética e fluxo gênico. Em síntese, o valor de F

indica que a

proporção das diferenças genéticas entre populações contribui com a variabilidade genética

total, sendo o restante da mesma devida a diferenças entre os indivíduos dentro de cada

população. Assim, quanto maior o valor de F

st,

maior será a relevância da variação entre

populações. Sendo esta uma medida relativa, influências decorrentes do tipo de marcador

utilizado não são esperadas, o que pode ser visto como vantagem em comparação com

medidas de diferenças genéticas absolutas como a distância genética de Nei (1972), passível

de apresentar limitações decorrentes de sua dependência da taxa evolutiva do gene empregado

no estudo (Wang et al., 2001). Contudo, Nei (1973) afirma que a utilização de F

não se

adequa a locos com alelos múltiplos na presença de seleção, propondo para estes casos um

cálculo para a diferenciação genética entre duas populações, denominando-o G

A Tabela 4.6 mostra que os valores de F

e a diversidade gênica (H

) (Nei, 1973) são

sempre maiores quando a população Ubatuba é analisada em par com alguma das demais,

reforçando sua maior diferença genética. Nota-se também que G

, inversamente proporcional

ao fluxo gênico, é maior entre Ubatuba e as cidades do interior paulista, com distâncias que

não ultrapassam 420 Km, do que entre as mesmas e Salvador, a mais de 1900 Km de qualquer

uma delas. Estes dados, curiosamente, sugerem que há maior probabilidade de isolamento

geográfico entre populações de P. (P.) intermutans do interior de São Paulo e de Ubatuba do

que entre estas primeiras e a de Salvador.

Tabela 4.6 - Diversidade e diferenciação genética considerando as diferentes populações

entre si.

Onde: Hs = diversidade gênica; Fst = diferenciação genética de Wright (1965); Gst = diferenciação

genética de Nei (1973).

Ubatuba se encontra no nível do mar junto a uma cadeia de montanhas que se elevam

a altitudes de até aproximadamente 1150 m a partir deste ponto, separando-a das cidades do

Planalto Paulista, cujas altitudes médias variam entre 600 e 800 m acima do mar. Tais

condições topográficas podem favorecer as diferenças genéticas entre P. (P.) intermutans de

Populações H

Campinas - Mogi-Guaçu 0,27556 - 0,16667 -0,06961

Campinas – Jundiaí 0.14141 0.00000 0.00277

Campinas – Ubatuba 0,44709 0,55941 0,21490

Campinas – Salvador 0,24868 0,00000 -0,03120

Mogi-Guaçu – Jundiaí 0,17143 0,00000 0,00076

Mogi-Guaçu – Ubatuba 0,62619 0,51170 0,13337

Mogi-Guaçu – Salvador 0,32857 0,00000 0,04089

Jundiaí – Ubatuba 0,42328 0,62121 0,28790

Jundiaí – Salvador 0,15873 0,0000 0,00046

Ubatuba – Salvador 0,52381 0,59420 0,18085

Ubatuba frente às outras pupulações da espécie em São Paulo, caso realmente promovam seu

isolamento geográfico.

A partir das análises filogenéticas, construíram-se árvores, cujos grupos externos

foram representados por B. (G.) plinthopyga, pelos métodos de distância (NJ) (Figs. 4.2 e 4.4)

e máxima parcimônia (MP) (Figs. 4.3 e 4.5). As topologias destas árvores corroboraram os

dados sobre variabilidade genética descritos nas Tabelas 4.4, 4.5 e 4.6, reafirmando a maior

divergência nas seqüências de COI da população de Ubatuba diante das demais, denotando-o

como um grupo geneticamente diferenciado. Além disso, o comprimento dos ramos da árvore

da Figura 4.4 indica que P. (P.) intermutans é evolutivamente mais recente comparada às

espécies o gênero Sarcophaga.

Apesar destes resultados interessantes, as árvores não ofereceram maiores informações

a respeito das relações entre populações do interior de São Paulo e de Salvador. Uma das

possíveis causas é o número relativamente baixo de indivíuos amostrados (n, Tabela 4.4),

justificado pela dificuldade em capturá-los, decorrente da baixa frequência com que P. (P.)

intermutans era observada nos sítios de coleta. Além disso, muitos espécimes foram utilizados

- sem a obtenção resultados interpretáveis - nos procedimentos de padronização da extração e

amplificação do DNA, os quais exigiram numerosos e demorados testes, visto que até então

nenhuma técnica de biologia molecular havia sido descrita para a espécie.

Outro fator limitante na diferenciação de populações pode ter sido o tamanho dos

amplicons (réplicas de fragmentos com seqüências). A inexistência de iniciadores funcionais

para COI desta espécie na literatura tornou necessário o desenvolvimento de iniciadores

específicos a partir de uma única seqüência disponível do gênero Peckia no GenBank,

correspondente à P. (P.) chrysostoma. O grau de divergência relativamente alto observado

entre estes congêneres (~8,7%) não permitiu o desenho de iniciadores que fornecessem

amplicons maiores. A Tabela 4.7 traz os níveis de divergência entre as seqüências de P. (P.)

intermutans obtidas neste estudo e as de P. (P.) chrysostoma retiradas do GenBank e usadas

na elaboração dos iniciadores. Os valores são concordantes com aqueles encontrados por

Wells et al. (2001) ao compararem espécies de Sarcophaginae (3,3% a 11,2%). No entanto,

não foi possível explicar a maior proximidade evolutiva de P. (P.) chrysostoma com espécies

de Sarcophaga do que com P. (P.) intermutans (Figs. 4.4 e 4.5).

Ainda, devemos considerar que COI pode não ser um marcador molecular adequado à

diferenciação de populações de P. (P.) intermutans nos limites geográficos considerados neste

trabalho, com exeção de Ubatuba.

Tabela 4.7 - Matriz de distâncias entre representantes das populações de P. (P.) intermutans

(PPi) das diferentes localidades amostradas e de P. (P.) chrysostoma do GenBank, calculadas

pelo modelo de substituição de nucleotídeos Kimura dois-parâmetros (Kimura, 1980).

PPi-

Mogi-guaçu

PPi-

Jundiaí

PPi-

Salvador

PPi-

Ubatuba

PPi-

Campinas

PPi-Mogi-Guaçu

PPi-Jundiaí

0,001

PPi-Salvador

0,001 0,000

PPi-Ubatuba

0,008 0,007 0,008

PPi-Campinas

0,001 0,000 0,000 0,007

P. (P.) chrysostoma

0,087 0,087 0,087 0,086 0.087

Segundo Pollock et al. (2002), quando se trabalha com poucos taxa (neste caso,

populações), o aumento do número de caracteres (nucleotídeos das seqüências) pode diminuir

o erro filogenético, ocorrendo o mesmo quando se trabalha com poucos caracteres e é

aumentado o número de taxa. São vistos aqui os dois problemas: poucas populações e

seqüências nucleotídicas relativamente curtas. Hillis et al. (2003) inferem que para a

resolução de filogenias entre taxa com baixo grau de divergência, como é o caso das

populações analisadas de P. (P.) intermutans do interior de São Paulo e Salvador, a melhor

opção é aumentar o número de caracteres, e não o de taxa. Em acordo com a opinião destes

autores os estudos serão continuados para o desenvolvimento de iniciadores capazes de gerar

amplicons maiores.

O enraizamento da árvore com B. (G.) plinthopyga não pareceu ter sido interessante,

pois o curto comprimento do ramo que ocupa nas árvores das Figuras 4.2 e 4.4 revela pouco

número de variações evolutivas acumuladas ao longo do tempo, indicando que pode ser um

grupo de especiação recente demais para servir a tal finalidade. Em trabalhos futuros, a

inserção de espécies de Calliphoridae ou Muscidae como grupo externo pode ser mais

informativa em função do maior grau de divergência em relação aos Sarcophagidae.

Observando que a população de P. (P.) intermutans de Ubatuba foi a única

significativamente divergente, conclui-se que o uso isolado do segmento de 427 pb do gene

COI analisado não seria útil para a identificação da espécie nem para a diferenciação de suas

populações nos limites geográficos considerados nesta pesquisa. Contudo, diante das

limitações citadas quanto ao número e tamanho das seqüências, esta divergência pontual traz

boas perspectivas sobre resultados futuros, pois, se confirmada a hipótese de isolamento

geográfico para os indivíduos do Litoral Norte de São Paulo em relação aos do Planalto

Paulista, abre-se um precedente para a possibilidade de que populações ao leste da Serra do

Mar representem linhagens distintas o bastante das demais para que sejam validadas

ferramentas moleculares na sua identificação população-específica. Segundo Wells et al.

(2004), a validação de ferramentas moleculares para a identificação de insetos forenses

sempre deve ser feita para populações de localidades específicas.

As coletas em campo serão intensificadas para o aumento das amostragens

populacionais, e as ferramentas de biologia molecular serão aperfeiçoadas buscando a

obtenção de seqüências nucleotídicas maiores e com boa qualidade não só para COI, mas

também para outros marcadores moleculares mitocondriais (COII, ND5, 12S, 16S) e

nucleares (ITS1, ITS2, 18S, 28S, EF1-α) já observados em uso na literatura para os

Sarcophagidae (Ratliffe et al., 1993; Otranto & Stevens, 2002; Zehner, et al., 2004; Stamper,

2008), os quais permitirão, em conjunto, uma verificação mais confiável da identidade de P.

(P.) intermutans e de suas populações (como sugeriria Avise, 1994).

Fig. 4.2 - Filogenia de P. (P.) intermutans, P. (P.) chrysostoma e B. (G.) plinthopyga (grupo

externo) sob a forma circular (A) e retangular (B) inferida com base na distância genética (NJ)

computada com o modelo Kimura dois-parâmetros (Kimura, 1980) sobre sequências

nucleotídicas com 427pb de COI (só foram mantidos os ramos que apareceram em mais de

50% das 500 réplicas produzidas pelo bootstrap).

A B

JUN107

SAL60

CAM79

JUN104

UBA72

CAM85

JUN105

MGU91

SAL63

MGU94

SAL59

SAL62

SAL67

UBA69

CAM82

JUN99

CAM83

JUN106

CAM84

CAM78

CAM80

SAL64

MGU96

JUN110

CAM56

MGU92

SAL61

CAM55

MGU97

UBA71

UBA70

UBA53

UBA73

UBA74

P. (P.) chrysosotoma

B. (G.) plinthopyga

6 0

5 7

6 0

10 0

6 7

9 2

3 7

0.01

JUN107

(

)

(

)

0.01

Fig. 4.3 - Filogenia de P. (P.) intermutans, P. (P.) chrysostoma e B. (G.) plinthopyga (grupo

externo) representada por árvore de consenso sob a forma circular (A) e retangular (B)

inferida com base na análise de máxima parcimônia (MP) a partir de 500 replicatas

computadas.

A B

JUN107

(

)

(

)

JUN107

SAL64

JUN110

SAL63

MGU91

UBA69

MGU92

MGU96

SAL62

MGU94

CAM79

JUN104

CAM82

SAL67

SAL61

UBA72

CAM85

CAM84

JUN99

SAL59

CAM80

CAM78

CAM83

JUN106

CAM56

SAL60

JUN105

CAM55

MGU97

UBA71

UBA70

UBA74

UBA53

UBA73

P. (P.) chrysosotoma

B. (G.) plinthopyga

10 0

Fig. 4.4 - Filogenia de P. (P.) intermutans, P. (P.) chrysostoma, B. (G.) plinthopyga (grupo

externo) e espécies de Sarcophaga sob a forma circular (A) e retangular (B) inferida com base

na distância genética (NJ) computada com o modelo Kimura 2-p sobre sequências

nucleotídicas com 427pb de COI (só foram mantidos os ramos que apareceram em mais de

50% das 500 réplicas produzidas pelo bootstrap).

A B

MGU94

BA7

CAM55

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

0.01

MGU94

JUN107

SAL62

CAM83

CAM82

JUN110

CAM84

JUN104

CAM78

SAL59

CAM79

UBA72

UBA69

SAL67

SAL60

CAM85

CAM80

JUN106

MGU96

JUN99

MGU91

SAL63

MGU92

CAM56

SAL64

JUN105

SAL61

CAM55

MGU97

UBA71

UBA70

UBA53

UBA73

UBA74

P. (P.) chrysosotoma

S. (L.) scopariformis

S. omari

S. (N.) bullata

S. (N.) cooleyi

S. (L.) ruficornis 1

S. (L.) ruficornis 2

S. (L.) crassipalpis

S. (L.) aureolata

S. (L.) pattoni

S. (S.) princeps 1

S. (S.) princeps 2

S. (R.) javana

S. (L.) brevicornis

S. (P.) taenionota

S. (P.) albiceps 1

S. (P.) albiceps 2

B. (G.) plinthopyga

1 00

9 6

1 00

9 9

3 7

5 5

9 4

9 1

3 9

3 5

2 1

1 4

3 8

4 2

6 6

5 9

6 8

1 00

6 5

9 1

7 4

4 9

0.01

Fig. 4.5 - Filogenia de P. (P.) intermutans, P. (P.) chrysostoma, B. (G.) plinthopyga (grupo

externo) e espécies de Sarcophaga representada por árvore de consenso sob a forma circular

(A) e retangular (B) inferida com base na análise de máxima parcimônia (MP) a partir de 500

replicatas computadas.

A B

CAM56

SAL61

SAL67

SAL64

JUN105

CAM80

UBA72

MGU94

JUN99

CAM78

SAL59

UBA69

JUN104

JUN106

CAM79

MGU96

CAM82

CAM84

MGU92

SAL63

CAM85

SAL62

SAL60

MGU91

JUN107

JUN110

CAM83

CAM55

MGU97

UBA73

UBA53

UBA74

UBA71

UBA70

S. (N.) bullata

S. (N.) cooleyi

S. (L.) scopariformis

S. omari

S. (L.) ruficornis 1

S. (L.) ruficornis 2

S. (L.) crassipalpis

P. (P.) chrysosotoma

S. (L.) aureolata

S. (L.) pattoni

S. (S.) princeps 1

S. (S.) princeps 2

S. (R.) javana

S. (L.) brevicornis

S. (P.) taenionota

S. (P.) albiceps 1

S. (P.) albiceps 2

B. (G.) plinthopyga

1 00

9 4

1 00

9 4

1 00

9 6

1 00

CAM56

CAM55

(

)

(

)

(

)

(

L.)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

L.)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

(

)

–

ONCLUSÕES GERAIS

1. A checklist dos Sarcophaginae (Diptera: Sarcophagidae) do território brasileiro

com seus respectivos registros de ocorrência permitiu perceber que a única região

do país com levantamento significatívo de espécies é o Sudeste, estando as demais

em grande déficit com relação à descrição deste grupo faunístico, levando a crer

que são potenciais focos de descoberta de novas espécies. Apesar da clara

necessidade de se intensificarem os estudos sobre a fauna de sarcofagídeos no

Brasil, os dados numéricos deste trabalho já indicam que o país tem grandes

chances de ser detentor do maior número de espécies da família em todo o mundo.

2. As análises de variabilidade genética de Peckia (Pattonella) intermutans com

sequências de 427pb do gene COI extraídas de representantes das populações dos

estados de São Paulo (Campinas, Mogi-Guaçu, Jundiaí e Ubatuba) e Bahia

(Salvador) mostrou grande divergência do grupo proveniente do litoral norte

paulista. Este dado, suportado por análises de variabilidade genética

intrapopulacionais e interpopulacionais, assim como por análises filogenéticas

pelos métodos de distância (Neighbour-Joining) e máxima parcimônia (MP),

indica a possibilidade de haver fluxo gênico extremamente reduzido ou até mesmo

isolamento geográfico entre a população de Ubatuba e as demais.

3. Não foi possível estabelecer a partir do marcador molecular descrito acima um

teste efetivo de identificação espécie-específica de P. (P.) intermutans para fins

forenses em virtude dos padrões de polimorfismo encontrados. Pretendemos

continuar pesquisas neste sentido, buscando novos iniciadores para a obtenção de

seqüências maiores tanto de COI como de outras regiões do DNA mitocondrial e

nuclear que possam permitir a validação de ferramentas moleculares para a

identificação desta espécie no auxílio de questões criminalísticas.

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Zehner, R., J. Amendt, S. Schutt, J. Sauer, R. Krettek & D. Povolny. 2004. Genetic identification

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Zucchi, R.A., S.S. Neto & O. Nakano. 1993. Guia de identificação de pragas agrícolas. Piracicaba,

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97-166. In Bryson, V. & H.J. Vogel (eds.), Evolving genes and proteins. Academic Press, New

York.

–

PÊNDICES

Seqüências parciais do gene COI obtidas de exemplares da espécie P. (P.) intermutans

coletados em Mogi-Guaçu (MGU), Campinas (CAM), Jundiaí (JUN), Ubatuba (UBA) e

Salvador (SAL) para as análises de diversidade genética e filogenia.

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10 20 30 40 50

MGU94 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

MGU96 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

CAM84 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

CAM82 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

CAM85 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

CAM80 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

JUN99 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

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MGU91 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

CAM79 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

CAM78 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

CAM83 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

MGU92 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

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JUN106 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

JUN110 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

SAL64 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

SAL62 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

SAL67 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

CAM55 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

MGU97 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

UBA53 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

UBA73 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

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UBA72 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

SAL63 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

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SAL61 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

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UBA74 CCAATTATAA TTGGAGGATT TGGAAATTGA TTAGTTCCAA TTATACTAGG

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60 70 80 90 100

MGU94 AGCCCCTGAT ATAGCCTTTC CTCGAATAAA TAATATAAGT TTTTGACTTT

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SAL67 AGCCCCTGAT ATAGCCTTTC CTCGAATAAA TAATATAAGT TTTTGACTTT

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110 120 130 140 150

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JUN110 TACCTCCAGC ATTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGG

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CAM56 TACCTCCAGC ATTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGG

UBA72 TACCTCCAGC ATTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGG

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JUN105 TACCTCCAGC ATTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGG

SAL60 TACCTCCAGC ATTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGG

UBA69 TACCTCCAGC ATTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGG

SAL61 TACCTCCAGC ATTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGG

SAL59 TACCTCCAGC ATTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGG

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UBA74 TACCTCCAGC ACTAACCTTA CTTCTTGTAA GTAGAATAGT AGAAAATGGA

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160 170 180 190 200

MGU94 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

MGU96 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

CAM84 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

CAM82 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

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CAM80 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

JUN99 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

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MGU91 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

CAM79 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

CAM78 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

CAM83 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

MGU92 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

JUN104 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

JUN106 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

JUN110 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

SAL64 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

SAL62 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

SAL67 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

CAM55 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

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SAL61 GCTGGAACAG GGTGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

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UBA70 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCTTCTA ATATTGCCCA

UBA74 GCTGGAACAG GATGAACTGT TTACCCTCCT TTATCATCTA ATATTGCCCA

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210 220 230 240 250

MGU94 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

MGU96 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

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CAM82 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

CAM85 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

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JUN99 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

JUN107 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

MGU91 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

CAM79 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

CAM78 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

CAM83 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

MGU92 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

JUN104 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

JUN106 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

JUN110 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

SAL64 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

SAL62 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

SAL67 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

CAM55 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

MGU97 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

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UBA71 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TAGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

CAM56 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

UBA72 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

SAL63 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

JUN105 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

SAL60 TGGAGGAGCA TCTGTTGATT TGGCAATTTT TTCTCTTCAT TTAGCAGGAA

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260 270 280 290 300

MGU94 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

MGU96 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM84 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM82 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM85 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM80 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

JUN99 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

JUN107 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

MGU91 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM79 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM78 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM83 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

MGU92 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

JUN104 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

JUN106 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

JUN110 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

SAL64 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

SAL62 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

SAL67 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM55 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

MGU97 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

UBA53 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

UBA73 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

UBA71 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

CAM56 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

UBA72 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

SAL63 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

JUN105 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

SAL60 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

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SAL61 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

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UBA70 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

UBA74 TTTCCTCAAT TTTAGGAGCA GTAAATTTTA TTACTACAGT TATTAATATA

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310 320 330 340 350

MGU94 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

MGU96 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

CAM84 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

CAM82 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

CAM85 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

CAM80 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

JUN99 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

JUN107 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

MGU91 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

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CAM78 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

CAM83 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

MGU92 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

JUN104 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

JUN106 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

JUN110 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

SAL64 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

SAL62 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

SAL67 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

CAM55 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

MGU97 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

UBA53 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

UBA73 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

UBA71 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

CAM56 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

UBA72 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

SAL63 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

JUN105 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

SAL60 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

UBA69 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

SAL61 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

SAL59 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

UBA70 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

UBA74 CGATCTACAG GAATCACATT TGACCGAATA CCTTTATTTG TTTGATCTGT

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360 370 380 390 400

MGU94 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

MGU96 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM84 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM82 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM85 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM80 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

JUN99 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

JUN107 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

MGU91 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM79 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM78 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM83 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

MGU92 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

JUN104 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

JUN106 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

JUN110 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

SAL64 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

SAL62 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

SAL67 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM55 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

MGU97 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

UBA53 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

UBA73 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

UBA71 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

CAM56 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

UBA72 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

SAL63 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

JUN105 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

SAL60 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

UBA69 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

SAL61 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

SAL59 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

UBA70 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

UBA74 AGTAATTACA GCTTTATTAT TACTTCTTTC TTTACCAGTA CTTGCCGGAG

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410 420

MGU94 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

MGU96 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM84 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM82 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM85 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM80 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

JUN99 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

JUN107 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

MGU91 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM79 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM78 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM83 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

MGU92 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

JUN104 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

JUN106 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

JUN110 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

SAL64 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

SAL62 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

SAL67 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM55 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

MGU97 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

UBA53 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

UBA73 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

UBA71 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

CAM56 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

UBA72 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

SAL63 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

JUN105 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

SAL60 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

UBA69 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

SAL61 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

SAL59 CAATTACTAT ATTATTAACT GACCGAA

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