( PDF ) Sensibilidade temporal e espectral das células ganglionares retinianas M e P de primatas neotropicais

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ

CENTRO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM NEUROCIÊNCIAS E

BIOLOGIA CELULAR

“Sensibilidade Temporal e Espectral das Células Ganglionares Retinianas

M e P de Primatas Neotropicais”

CÉZAR AKIYOSHI SAITO

Belém

2007

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CÉZAR AKIYOSHI SAITO

“Sensibilidade Temporal e Espectral das Células Ganglionares Retinianas

M e P de Primatas Neotropicais”

Tese apresentada ao Programa de Pós-graduação em

Neurociências e Biologia Celular (Área de

Concentração Neurociências), Centro de Ciências

Biológicas, Universidade Federal do Pará, como

requisito parcial para a obtenção do grau de Doutor

em Ciências.

Orientador: Prof. Dr. Luiz Carlos de Lima Silveira.

Belém

2007

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iii

Saito, Cézar Akiyoshi

SENSIBILIDADE TEMPORAL E ESPECTRAL DAS CÉLULAS

GANGLIONARES RETINIANAS M E P DE PRIMATAS NEOTROPICAIS. Belém, Pará,

UFPA / CCB, 2007.

xv, 138 f

Tese: Doutor em Ciências (Neurociências)

1. Vias paralelas de processamento visual. 2. Antropóides platirríneos. 3. Registro

eletrofisiológico unitário extracelular. 4. Sensibilidade temporal. 5. Sensibilidade espectral. I.

Universidade Federal do Pará / Centro de Ciências Biológicas. II. Título.

“Sensibilidade Temporal e Espectral das Células Ganglionares Retinianas M e P de

Primatas Neotropicais”

Tese aprovada como requisito parcial para obtenção do grau de Doutor em Ciências

Biológicas, Programa de Pós-graduação em Neurociências e Biologia Celular (Área de

Concentração Neurociências), Universidade Federal do Pará, pela Comissão Examinadora

formada pelos professores:

Presidente:

Professor Dr. Luiz Carlos de Lima Silveira – Orientador

Departamento de Fisiologia, Centro de Ciências Biológicas, Universidade Federal do Pará

Membros:

Professor Dr. Cláudio Tadeu Daniel Ribeiro

Departamento de Imunologia, Instituto Oswaldo Cruz, Fundação Oswaldo Cruz

Professor Dr. Diogo Onofre Gomes de Souza

Departamento de Bioquímica, Instituto de Ciências Básicas da Saúde, Universidade Federal

do Rio Grande do Sul

Professora Dra. Dora Fix Ventura

Departamento de Psicologia Experimental, Instituto de Psicologia, Universidade de São Paulo

Professor Dr. Olavo de Farias Galvão

Departamento de Psicologia Experimental, Centro de Filosofia e Ciências Humanas,

Universidade Federal do Pará

Professora Dra. Silene Maria de Araújo Lima (suplente)

Departamento de Fisiologia, Centro de Ciências Biológicas, Universidade Federal do Pará

Belém, 20 de abril de 2007

Aos meus pais: Masayoshi Saito e Joana Ayame Igarashi Saito

À Gleidy Kessy Abdon Alves Saito

AGRADECIMENTOS

Esse trabalho só foi possível graças à ajuda imprescindível de algumas pessoas e de

algumas instituições.

Agradeço ao Professor Dr. Luiz Carlos de Lima Silveira pela sua inestimável

orientação e pela valiosa oportunidade dada a mim que, advindo do Curso de Bacharelado em

Ciências da Computação do Centro de Ciências Exatas e Naturais, fui formalmente

apresentado e incentivado a trabalhar com o mais eficiente dispositivo de processamento de

informação existente, o cérebro.

Ao Professor Dr. Barry Buchanan Lee, por consentir com o uso dos dados

experimentais para a elaboração desse documento.

Ao Professor Dr. Jan Kremers pelas sugestões na análise dos dados.

Ao Professor Dr. Manoel da Silva Filho pela ajuda durante as sessões de registros

eletrofisiológicos.

Ao Centro Nacional de Primatas, pela doação de parte dos animais experimentais.

Agradeço a todos os amigos e amigas que conheci durante esses anos de LNEOC

pelos momentos valiosos de ensinamento e de convivência harmoniosa.

Ao Curso de Pós-Graduação em Neurociências e Biologia Celular e aos seus

Coordenadores Dr. Luiz Carlos de Lima Silveira, Dr. Domingos Luiz Wanderley Picanço-

Diniz e, mais recentemente, Dr. Cláudio Guedes Salgado, pela sua sempre presente eficiência

e disponibilidade.

Ao Centro de Ciências Exatas e Naturais e ao Centro de Ciências Biológicas da

Universidade Federal do Pará, eu agradeço pela minha formação acadêmica.

vii

“Well, to say the brain is a computer is correct but misleading. It’s really a highly

specialized information-processing device – or rather, a whole lot of them. Viewing our

brains as information-processing devices is not demeaning and does not negate human

values. If anything, it tends to support them and may in the end help us to understand

what from an information-processing view human values actually are, why they have

selective value, and how they are knitted into the capacity for social mores and

organization with which our genes have endowed us.”

1982, David Marr

viii

O presente trabalho foi realizado no Laboratório de Neurofisiologia Eduardo Oswaldo

Cruz, Departamento de Fisiologia, Centro de Ciências Biológicas, Universidade Federal do

Pará, sob a orientação do Prof. Dr. Luiz Carlos de Lima Silveira. Estavam em vigência

suportes financeiros concedidos pelas seguintes agências: FAPESP-Temático Processo n

02/12733-8 (Coordenadora: Profa. Dra. Dora Fix Ventura); CAPES-PROCAD Processo n

0019/01-1 (Coordenadora: Profa. Dra. Dora Fix Ventura); CNPq Edital Universal Proc. n

479118/2001-9 (Coordenador: Prof. Dr. Luiz Carlos de Lima Silveira); CNPq Processo n

521640/96-2 (Coordenador: Prof. Dr. Luiz Carlos de Lima Silveira); CNPq-PNOPG Processo

550663/2001-0 (Coordenador: Prof. Dr. Luiz Carlos de Lima Silveira); CNPq-PRONEX /

SECTAM-FUNTEC / FADESP Convênio n

1079 (Coordenador: Prof. Dr. Luiz Carlos de

Lima Silveira); CNPq Edital Universal Proc. n

471815/2004-7 (Coordenador: Prof. Dr. Luiz

Carlos de Lima Silveira). O autor recebeu bolsa de doutorado CAPES-PROCAD e bolsa de

auxílio técnico CNPq-BAT durante a realização do presente trabalho.

RESUMO

Os primatas são os únicos mamíferos que possuem células ganglionares M e P

na retina. Eles podem ser divididos em prossímios e antropóides, sendo que estes últimos

compreendem os catarríneos (comumente chamados de antropóides do Velho Mundo) e

platirríneos (comumente chamados de antropóides do Novo Mundo ou neotropicais). Todos

os catarríneos até então estudados, incluindo o homem, são diurnos e têm visão tricromática.

Por outro lado, os platirríneos podem ser diurnos ou noturnos e a grande maioria possui um

polimorfismo sexual quanto à visão de cores: todos os machos são dicromatas e as fêmeas

podem ou não ser tricromatas. No presente trabalho, foram estudados três platirríneos:

Alouatta (diurno e tricromata), Cebus macho (diurno e dicromata) e Aotus (noturno e

monocromata). Foi correlacionado os diferentes estilos de vida e a presença ou não do

polimorfismo sexual com as propriedades temporais e espectrais das células ganglionares

retinianas M e P. Foram obtidos registros in vivo de células parafoveais isoladas usando

microeletródios de metal e vidro. Os seguintes estímulos foram usados: pulsos de luminância

e de cor para classificar a célula em fásica ou tônica; oscilações temporais de luminância e de

cor para levantar a função de transferência de modulação temporal; dois LEDs, 554 e 638 nm

foram modulados em contrafase e em diferentes proporções ou em diferentes fases relativas

mas com a mesma amplitude para estudar as propriedades espectrais. Em todos os primatas

estudados, foram encontradas células ganglionares fisiologicamente classificadas como

células M e P. As respostas celulares aos pulsos e oscilações temporais foram similares

àquelas de catarríneos: foram observadas células fásicas com um mecanismo de controle de

ganho de contraste, classificadas como M, e células tônicas e lineares, classificadas como P.

As células do Alouatta e do Cebus são dominadas pelos sinais dos cones e as do Aotus pelos

sinais dos bastonetes. As células P do Alouatta têm oponência cromática como em

catarríneos, enquanto as células P do Cebus macho e do Aotus não têm oponência cromática,

sendo “cegas para a cor”. Os resultados corroboram os achados morfológicos de que as vias

M e P estão presentes tanto em catarríneos quanto platirríneos. As células ganglionares M e P

dos platirríneos são similares, qualitativemente, às células dos catarríneos quanto às

propriedades temporais, mas bastante diferentes quanto às propriedades espectrais.

ABSTRACT

Primates are the only mammals with M and P ganglion cells in the retina. They

comprise prosimians and anthropoids. The later are divided in catarrhines (Old World

anthropoids) and platyrrhines (New World anthropoids). All catarrhines so far studied have

diurnal habits and are trichromats. On the other hand, platyrrhines can be diurnals or

nocturnals and the majority of them shows a polymorphic color vision: all males are

dichromats and females can be dichromats or trichromats. Three neotropical primates were

studied: Alouatta (diurnal and trichromat), male Cebus (diurnal and dichromat), and Aotus

(nocturnal and monochromat) to correlate different life-styles and the sexual polymorphism

with temporal and spectral properties of M and P retinal ganglion cells. Parafoveal retinal

ganglion cells were recorded in vivo using tungsten-in-glass extracelular microelectrodes.

Several stimuli were used to characterize cell response. Luminance and chromatic pulses were

used to distinguish between phasic and tonic cells. Luminance and chromatic temporal

oscillations were used to measure cell temporal modulation transfer function. Two LEDs of

554 nm and 638 nm, respectively, were modulated in counterphase with different proportions

or with different relative phases to study M and P cell spectral properties. In all three

primates, we found ganglion cells which were putatively classified as belonging to the M or P

pathways. Cell responses to pulses and oscillations were similar to those from catarrhines: M

ganglion cells were phasic and showed a gain contrast control mechanism while P ganglion

cells were tonic and quite linear. Alouatta and Cebus cells responses were dominated by cones

input, while Aotus cells responses were dominated by rods input. Alouatta P cells showed

chromatic opponency, similar to those found in catarrhines, while male Cebus P cells were

color blind versions of P cells when compared with those found in catarrhines and in

Alouatta. These results support previous morphological studies, which suggest that

catarrhines M and P retinal pathways share similar properties with platyrrhines. M and P

ganglion cells from platyrrhines have similar temporal properties when compared to those

found in catarrhines but exhibit different spectral properties which could be predicted by

animal colour vision phenotype.

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO.................................................................................................1

1.1 VIAS PARALELAS DE PROCESSAMENTO DA INFORMAÇÃO VISUAL

............................................................................................................................1

1.2 ASPECTOS MORFOFUNCIONAIS GERAIS DAS CÉLULAS

GANGLIONARES RETINIANAS DE PRIMATAS.........................................3

1.3 PROPRIEDADES TEMPORAIS E ESPECTRAIS DAS CÉLULAS

GANGLIONARES M E P DE CATARRÍNEOS...............................................7

1.4 ECOLOGIA DO SISTEMA VISUAL DOS PLATIRRÍNEOS.......................13

1.5 OBJETIVOS.....................................................................................................19

2 MATERIAIS E MÉTODOS..........................................................................20

2.1 ANIMAIS .........................................................................................................20

2.2 PREPARAÇÃO DO ANIMAL........................................................................20

2.2.1 Sistema de manutenção das funções vitais ...................................................20

2.2.2 Procedimentos cirúrgicos para os olhos do animal......................................23

2.3 SISTEMA COMPUTADORIZADO PARA ESTIMULAÇÃO VISUAL E

REGISTRO UNITÁRIO...................................................................................23

2.3.1 Hardware..........................................................................................................23

2.3.2 Estimulador visual..........................................................................................24

2.3.3 Softwares..........................................................................................................24

2.4 REGISTRO UNITÁRIO EXTRACELULAR DE CÉLULAS

GANGLIONARES RETINIANAS..................................................................26

2.4.1 Eletródio para registro unitário extracelular...............................................26

2.4.2 Amplificação e discriminação do registro unitário......................................26

2.4.3 Aquisição do registro unitário.......................................................................26

2.5 ESTIMULAÇÃO VISUAL E ANÁLISE DOS REGISTROS UNITÁRIOS..28

2.5.1 Transferência dos arquivos do PDP-11 ........................................................28

2.5.2 Pulso de luminância e de cor..........................................................................29

2.5.3 Função de Transferência de Modulação Temporal (FTMT) de luminância

ou de cor...........................................................................................................31

2.5.4 Função de sensibilidade espectral dos fotorreceptores ...............................34

2.5.5 Fotometria com flicker heterocromático.......................................................39

2.5.6 Protocolo de fase .............................................................................................44

3 RESULTADOS...............................................................................................48

3.1 CLASSIFICAÇÃO FISIOLÓGICA DAS CÉLULAS GANGLIONARES.....50

3.1.1 Alouatta caraya................................................................................................50

3.1.1.1 Células ganglionares fásicas.............................................................................50

3.1.1.2 Células ganglionares tônicas.............................................................................53

3.1.2 Cebus apella.....................................................................................................55

3.1.2.1 Células ganglionares fásicas.............................................................................56

3.1.2.2 Células ganglionares tônicas.............................................................................58

3.1.3 Aotus infulatus.................................................................................................60

3.1.3.1 Células ganglionares fásicas.............................................................................61

3.1.3.2 Células ganglionares tônicas.............................................................................62

3.2 GANHOS DE CONTRASTE DE LUMINÂNCIA E DE COR.......................63

3.2.1 Alouatta caraya................................................................................................66

3.2.1.1 Células ganglionares fásicas.............................................................................66

3.2.1.2 Células ganglionares tônicas.............................................................................68

3.2.2 Cebus apella.....................................................................................................71

3.2.2.1 Células ganglionares fásicas.............................................................................71

xii

3.2.2.2 Células ganglionares tônicas.............................................................................73

3.2.3 Aotus infulatus.................................................................................................75

3.2.3.1 Células ganglionares fásicas.............................................................................75

3.2.3.2 Células ganglionares tônicas.............................................................................77

3.3 RESPONSIVIDADE PARA A FOTOMETRIA COM FLICKER

HETEROCROMÁTICO...................................................................................79

3.3.1 Alouatta caraya................................................................................................79

3.3.1.1 Células ganglionares fásicas.............................................................................79

3.3.1.2 Células ganglionares tônicas.............................................................................83

3.3.2 Cebus apella.....................................................................................................86

3.3.2.1 Fenótipo de 535 nm ..........................................................................................86

3.3.2.2 Fenótipo de 563 nm ..........................................................................................90

3.3.3 Aotus infulatus.................................................................................................93

3.4 RESPONSIVIDADE AO PROTOCOLO DE FASE .......................................96

3.4.1 Alouatta caraya................................................................................................96

3.4.1.1 CÉLULAS GANGLIONARES FÁSICAS.......................................................96

3.4.1.2 CÉLULAS GANGLIONARES TÔNICAS....................................................100

3.4.2 Cebus apella...................................................................................................103

3.4.2.1 FENÓTIPO DE 535 NM ................................................................................103

3.4.2.2 FENÓTIPO DE 563 NM ................................................................................106

3.4.3 Aotus infulatus...............................................................................................109

4 DISCUSSÃO..................................................................................................112

4.1 REGISTRO ELETROFISIOLÓGICO UNITÁRIO DE CÉLULAS

GANGLIONARES RETINIANAS COMO FERRAMENTA PARA O

ESTUDO DO SISTEMA VISUAL................................................................112

4.2 CLASSIFICAÇÃO FISIOLÓGICA DAS CÉLULAS GANGLIONARES...113

4.3 A PROVÁVEL TRICROMACIA DO ALOUATTA.....................................114

4.4 DETERMINAÇÃO DO FOTORRECEPTOR M/L PRESENTE NA RETINA

DE CEBUS DICROMATAS..........................................................................114

4.5 APLICAÇÃO DOS PARADIGMAS DE FOTOMETRIA COM FLICKER

HETEROCROMÁTICO E DO PARADIGMA DE FASE PARA ESTUDAR

AS CÉLULAS GANGLIONARES DO AOTUS...........................................116

4.6 EFEITO DA FREQÜÊNCIA TEMPORAL NA CONTRIBUIÇÃO DOS

CONES E BASTONETES NA RESPOSTA DA CÉLULA GANGLIONAR

........................................................................................................................117

4.7 POR QUAL VIA PARALELA O SINAL DO BASTONETE CHEGA NA

CÉLULA GANGLIONAR?...........................................................................118

4.8 A EVOLUÇÃO DA VISÃO DE CORES NOS ANTROPÓIDES

CATARRÍNEOS E PLATIRRÍNEOS............................................................118

5 CONCLUSÃO...............................................................................................121

REFERÊNCIAS ...................................................................................................................122

xiii

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Estimulação por pulsos de luminância..............................................................30

Figura 2. Estimulação por pulsos de cor ..........................................................................31

Figura 3. Estimulação por oscilações de luminância .......................................................32

Figura 4. Estimulação por oscilações de cor....................................................................33

Figura 5. Funções de sensibilidade espectral dos fotorreceptores do Alouatta, Cebus e

Aotus .................................................................................................................37

Figura 6. Estimulação pela fotometria com flicker heterocromático...............................40

Figura 7. Resposta esperada dos fotorreceptores para a fotometria com flicker

heterocromático ................................................................................................42

Figura 8. Estimulação pelo protocolo de fase ..................................................................45

Figura 9. Resposta esperada dos fotorreceptores para o protocolo de fase......................47

Figura 10. Respostas de uma célula ganglionar fásica on do Alouatta para pulsos de

luminância.........................................................................................................51

Figura 11. Respostas de uma célula ganglionar fásica off do Alouatta para pulsos de

luminância.........................................................................................................52

Figura 12. Respostas de uma célula ganglionar fásica off do Alouatta para pulsos de cor.

..........................................................................................................................53

Figura 13. Respostas de uma célula ganglionar tônica M+L- do Alouatta para pulsos de

luminância.........................................................................................................54

Figura 14. Respostas de uma célula ganglionar tônica M+L- do Alouatta para pulsos de

cor. ....................................................................................................................55

Figura 15. Respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus dicromata para pulsos

de luminância....................................................................................................57

Figura 16. Respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus dicromata para pulsos

de cor.................................................................................................................58

Figura 17. Respostas de uma célula ganglionar tônica do Cebus dicromata para pulsos de

luminância.........................................................................................................59

Figura 18. Respostas de uma célula ganglionar tônica do Cebus dicromata para pulsos de

cor. ....................................................................................................................60

Figura 19. Respostas de uma célula ganglionar fásica on do Aotus para pulsos de

luminância.........................................................................................................61

Figura 20. Respostas de uma célula ganglionar tônica do Aotus para pulsos de luminância.

..........................................................................................................................62

Figura 21. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica off do Alouatta para

oscilações de luminância. .................................................................................64

Figura 22. Exemplo de amplitude e fase das respostas, e da FTMT de luminância de uma

célula ganglionar fásica off do Alouatta. ..........................................................65

Figura 23. Amplitude e fase das respostas, e a FTMT de luminância de uma célula

ganglionar fásica off do Alouatta......................................................................67

Figura 24. Amplitude e fase das respostas, e a FTMT de luminância de uma célula

ganglionar tônica do Alouatta...........................................................................69

Figura 25. Amplitude e fase das respostas, e a FTMT de cor de uma célula ganglionar

tônica do Alouatta.............................................................................................70

Figura 26. Amplitude e fase das respostas, e a FTMT de luminância de uma célula

ganglionar fásica off do Cebus dicromata.........................................................72

Figura 27. Amplitude e fase das respostas, e a FTMT de luminância de uma célula

ganglionar tônica do Cebus dicromata..............................................................74

Figura 28. Amplitude e fase das respostas, e a FTMT de luminância de uma célula

ganglionar fásica on do Aotus...........................................................................76

xiv

Figura 29. Amplitude e fase das respostas, e a FTMT de luminância de uma célula

ganglionar tônica do Aotus. ..............................................................................78

Figura 30. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica off do Alouatta para

a fotometria com flicker heterocromático.........................................................81

Figura 31. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar fásica off do Alouatta

para a fotometria com flicker heterocromático.................................................82

Figura 32. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar tônica M+L- do Alouatta

para a fotometria com flicker heterocromático.................................................84

Figura 33. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar tônica M+L- do

Alouatta para a fotometria com flicker heterocromático.. ................................85

Figura 34. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus

dicromata, fenótipo de 535 nm, para a fotometria com flicker heterocromático.

..........................................................................................................................88

Figura 35. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus

dicromata, fenótipo de 535 nm, para a fotometria com flicker heterocromático..

..........................................................................................................................89

Figura 36. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus

dicromata, fenótipo de 563 nm, para a fotometria com flicker heterocromático.

..........................................................................................................................91

Figura 37. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus

dicromata, fenótipo de 563 nm, para a fotometria com flicker heterocromático..

..........................................................................................................................92

Figura 38. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Aotus para a

fotometria com flicker heterocromático............................................................94

Figura 39. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Aotus

para a fotometria com flicker heterocromático.................................................95

Figura 40. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica off do Alouatta para

o protocolo de fase............................................................................................98

Figura 41. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar fásica off do Alouatta

para o protocolo de fase....................................................................................99

Figura 42. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar tônica M+L- do Alouatta

para o protocolo de fase..................................................................................101

Figura 43. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar tônica M+L- do

Alouatta para o protocolo de fase...................................................................102

Figura 44. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus

dicromata, fenótipo de 535 nm, para o protocolo de fase...............................104

Figura 45. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus

dicromata, fenótipo de 535 nm, para o protocolo de fase...............................105

Figura 46. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus

dicromata, fenótipo de 563 nm, para o protocolo de fase...............................107

Figura 47. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Cebus

dicromata, fenótipo de 563 nm, para o protocolo de fase...............................108

Figura 48. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Aotus para o

protocolo de fase.............................................................................................110

Figura 49. Amplitude e fase das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Aotus

para o protocolo de fase..................................................................................111

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Antropóides do Novo Mundo...........................................................................15

Tabela 2. Configurações do software FLASHA...............................................................25

Tabela 3. Configurações do software FASTER ...............................................................25

Tabela 4. Sensibilidade espectral dos fotorreceptores para os LEDs...............................36

Tabela 5. Resultados experimentais .................................................................................49

1 INTRODUÇÃO

O neurocientista inglês David Marr (1945-1980), eminente pesquisador que

estudou explicitamente o sistema visual como um dispositivo para o processamento de

informação, em sua obra bastante conhecida “Vision”, publicada postumamente em 1982

pelos seus colaboradores, argumenta como o processamento de informação realizado por um

sistema qualquer pode ser compreendido a partir do conhecimento sobre esse sistema em três

níveis diferentes (MARR, 1982): o da teoria computacional; o da representação e do

algoritmo; e o da implementação do hardware. O nível mais alto é o da teoria computacional,

que trata “do quê” o sistema faz, o “por quê” é computado de um modo particular (e não de

outro) e, portanto, implica também em um conjunto de regras que a computação feita pelo

sistema tem que satisfazer. O nível intermediário é o da representação e do algoritmo,

tratando da representação dos dados de entrada e de saída no sistema e das operações

realizadas pelo sistema com os dados de entrada para resultar nos dados de saída. O nível

mais baixo é o do hardware, o qual abrange a parte material do sistema, incluindo os dados

em sua forma física. Em teoria, de posse do conhecimento em todos esses três níveis acerca

de um sistema qualquer, seria possível criar artificialmente um dispositivo que efetuasse o

processamento de informação realizado por esse sistema. Dispensável dizer que os estudos e

teorias de David Marr constituem um importante marco intelectual que continua a inspirar

gerações sucessivas de neurocientistas visuais.

A aplicação da teoria de processamento de informação ao sistema visual

pressupõe que o mesmo extrai dados de entrada a respeito do mundo, a partir de imagens

capturadas por sensor(es) apropriado(s), tendo como objetivo principal a localização e o

reconhecimento das entidades externas ao sistema em uma determinada janela temporal e

espacial. Caracterizar que informações são extraídas (propriedades das imagens,

representação) e qual o conjunto de regras (teoria computacional) que o sistema visual

emprega no pré-processamento (algoritmo) dessa informação na retina (os sensores

apropriados, hardware), é um passo importante para o entendimento da integração que ocorre

nas áreas corticais visuais superiores (MARR, 1982).

1.1 VIAS PARALELAS DE PROCESSAMENTO DA INFORMAÇÃO VISUAL

As células ganglionares são neurônios de segunda ordem que estão a apenas

duas sinapses dos eventos da fototransdução. Elas representam a ligação entre os circuitos

retinianos e os níveis de processamento cortical, pois seus axônios formam o nervo óptico, a

única via de saída, na retina, da informação visual. Portanto, a camada de células ganglionares

é um local importante para estudar como os neurônios retinianos da via visual codificam a

representação neural da informação visual, a qual então é enviada para os centros visuais

superiores em vias paralelas. A investigação da fisiologia das propriedades funcionais das

células ganglionares, através da combinação de estimulação visual e registro elétrico da

atividade dessas células, levou à formulação de duas hipóteses distintas de como esta

representação pode ser construída pelos neurônios retinianos.

Uma delas, a qual se originou dos trabalhos realizados na retina do coelho e de

vertebrados inferiores, propõe a existência de trigger features, configurações especiais de

estímulos que fariam disparar classes específicas de células ganglionares, quando

apresentados no campo visual do animal (BARLOW, 1961). Por exemplo, um estudo pioneiro

de Barlow mostrou que na retina da rã existe uma classe de células ganglionares que responde

tônica e vigorosamente somente na presença de um disco preto se movendo dentro de seu

campo receptivo. Em experimentos comportamentais, quando esse disco era apresentado a

uma rã, a mesma dirigia a sua atenção para o estímulo e realizava ações comumente

observadas em seu comportamento alimentar: pulos e lançamentos da língua em direção ao

disco. À luz desses resultados, Horace Barlow sugeriu a existência de neurônios que

funcionariam como bug detectors na retina desse vertebrado (BARLOW, 1953).

Seis anos depois, Lettvin e colaboradores trabalhando no MIT (Massachusetts

Institute of Technology) registraram no nervo óptico da rã quatro tipos de fibras nervosas,

cada uma com uma responsividade diferente e relacionada a um determinado aspecto da

imagem. Uma dessas fibras, não-mielinizada, não respondia a mudanças na iluminação

ambiente mas respondia tonicamente caso um pequeno alvo, com uma grande curvatura

positiva, fosse deslocado ao longo do campo receptivo de sua respectiva célula ganglionar.

Essas células ganglionares foram classificadas como detectoras de convexidade e

provavelmente constituem o substrato retiniano anátomo-funcional para a capacidade de bug

detector da rã (Lettvin et al., 1959). A extração do aspecto relevante do estímulo ainda nos

primeiros níveis da via visual implica que um nível alto de processamento de informação já

ocorreu antes mesmo da saída retiniana, provavelmente envolvendo alguma forma de

transformação não linear dos sinais provenientes dos fotorreceptores.

Uma outra hipótese descreve as respostas das células ganglionares em termos

das propriedades temporais e espaciais diretamente relacionadas aos parâmetros físicos

fundamentais do estímulo (KUFFLER, 1953; ENROTH-CUGELL & ROBSON, 1966). Essa

hipótese supõe que existem regras para a tradução de parâmetros de intensidade da imagem

óptica para a cascata de fototransdução e para a atividade neuronal subseqüente, baseadas em

operações lineares. Essa abordagem tem sido útil para caracterizar a fisiologia das células

ganglionares nos mamíferos em geral, incluindo os primatas, através da classificação das

células ganglionares e da discussão de seus papéis funcionais na visão. Foi possível, através

dela, demonstrar a correlação entre morfologia e fisiologia das classes mais comuns de células

ganglionares, as células M e P (SHAPLEY & PERRY, 1986; DACEY & LEE, 1994), as

quais constituem, respectivamente, cerca de 10% e de 80% da população total de células

ganglionares (e.g. SILVEIRA et al., 2004a), proporção essa que depende do quadrante

retiniano em consideração. Essa abordagem também tem sido útil para estudar os correlatos

anátomo-funcionais de outras classes de células ganglionares menos freqüentes na retina, mas

que possuem papéis fisiológicos para a percepção visual tão importante quanto as células M e

P, como é o caso de certos neurônios que constituem a via visual K (DACEY & LEE, 1994;

DACEY et al., 2005).

As propriedades fisiológicas dos neurônios das camadas magnocelular,

parvocelular e koniocelular no núcleo geniculado lateral do tálamo (Lateral Geniculate

Nucleus, LGN) são semelhantes, em linhas gerais e respectivamente, às células ganglionares

retinianas M, P e K, muito embora sejam observadas certas diferenças sutis quando são

usados métodos mais refinados de investigação para comparar as respostas dos neurônios

dessas duas estações da via visual (e.g. KAPLAN et al., 1993). De qualquer forma, pode-se

generalizar em larga escala sobre as propriedades funcionais dos neurônios das vias M, P e K,

seja ao nível retiniano, seja ao nível das camadas do LGN, e até mesmo ao nível do córtex

visual primário (V1), visto que o conhecimento atual sobre o assunto sugere que a informação

visual transmitida pelas células que compõem essas vias não se misturam entre si até V1. As

evidências atuais sugerem que as células das camadas magnocelular e parvocelular do LGN

projetam-se em paralelo, respectivamente, para as camadas 4Cα e 4Cβ de V1

(CHATTERJEE & CALLAWAY, 2003; CALLAWAY, 2005; MARTIN, 2004). Por sua vez,

as células das camadas koniocelulares do LGN fazem sinapses, sem se misturar com as

informações das vias M e P, para as camadas 2/3 e 4A do córtex visual primário

(CHATTERJEE & CALLAWAY, 2003; CALLAWAY, 2005; MARTIN, 2004).

1.2 ASPECTOS MORFOFUNCIONAIS GERAIS DAS CÉLULAS

GANGLIONARES RETINIANAS DE PRIMATAS

O trabalho pioneiro de histologia da retina feita pelo anatomista espanhol

Santiago Ramón y Cajal (1852-1934), laureado com o Prêmio Nobel de Fisiologia e Medicina

de 1906, inclui pouco a respeito da morfologia das células ganglionares dos primatas

(RAMÓN Y CAJAL, 1904). Apesar do anatomista russo Aleksandr Stanislavovich Dogiel

(1852-1922), ter corado montagens planas de retinas inteiras humanas com o método de

Erlich e descrever três classes de células ganglionares (Dogiel, 1891), duas das quais, pelos

desenhos que ele publicou, assemelham-se bastante a células M e P periféricas, foi somente

com o estudo clássico do croata Stephen L. Polyak (1889-1955), publicado em 1941, que as

primeiras descrições detalhadas de células ganglionares de primatas tornaram-se amplamente

conhecidas. Esse trabalho foi seguido, anos mais tarde, em 1969, por outra publicação clássica

sobre a retina de primatas, feita pelo inglês Brian B. Boycott (1924-2000) e o americano John

E. Dowling (1935-), abrindo caminho definitivamente para os estudos atuais sobre a

morfologia das células ganglionares retinianas de primatas. Diferentemente do trabalho de

Dogiel, esses dois trabalhos mais recentes valeram-se de secções retinianas transversais

coradas pelo método de Golgi. Com esse método, Polyak (1941) e Boycott e Dowling (1969)

reconheceram diversas classes de células ganglionares na retina de primatas catarríneos e

mostraram que sua morfologia muda com a excentricidade retiniana, definida como a

distância da célula estudada em relação a uma referência na retina, usualmente a fóvea em

primatas. Para as duas classes mais freqüentes, Polyak cunhou os termos parasol e midget, os

quais ainda são usados até hoje, apesar de tradução pouco apropriada para outros idiomas,

como o português. Posteriormente, essas células foram chamadas, respectivamente, de células

e P

(PERRY & COWEY, 1981) ou células A e B (LEVENTHAL et al., 1981), em ambos

os casos com o intuito explícito ou implícito de estabelecer um paralelo com as células α e β

do gato. Outra classificação, em células M e P (SHAPLEY & PERRY, 1986) pode ser a

denominação preferível pois originou-se a partir de uma ampla comparação entre as diversas

propriedades morfológicas e funcionais dessas células e valeu-se dos estudos com marcação

retrógrada a partir de sítios de injeção mesodiencefálicos (como explicado no parágrafo

abaixo).

Um avanço considerável no estudo da morfologia das células ganglionares de

primatas foi obtido pela combinação do uso de preparações de montagens planas de retinas

inteiras com métodos modernos de marcação neuronal por transporte ou injeção intracelular

de traçadores. Alan Cowey, Victor Hugh Perry e colegas, do Departamento de Psicologia

Experimental da Universidade de Oxford, estiveram entre os primeiros a empregar essas

técnicas para marcar células ganglionares de Macaca com peroxidase de raiz forte (Horse

Radish Peroxidase, HRP) transportada a partir do depósito no nervo óptico, no LGN ou no

colículo superior (PERRY & COWEY, 1981, 1984; PERRY et al., 1984; PERRY &

SILVEIRA, 1988). Quando o traçador era colocado no nervo óptico, atrás do globo ocular, a

qualidade da marcação obtida era tão boa quanto àquela produzida com o uso do método de

Golgi, tornando fácil classificar as células marcadas e medir com precisão seus campos

dendríticos e corpos celulares em todas as localizações retinianas (PERRY & COWEY,

1981). Além disso, o uso de montagens planas de retinas inteiras tornou simples a medida da

excentricidade das células marcadas.

Usando esses procedimentos, eles quantificaram como os tamanhos dos

campos dendríticos e corpos celulares de células M e P de Macaca variam em função da

excentricidade retiniana (PERRY & COWEY, 1984; PERRY et al., 1984). Eles mostraram

também que há uma laminação funcional na região foveal, com as células M ocupando as

posições mais externas e as células P as posições mais internas da camada de células

ganglionares, multilamelar nessa região (PERRY & SILVEIRA, 1988). Usando a marcação

retrógrada a partir dos sítios de projeção da retina, eles mostraram que as células M e P

projetam-se, respectivamente, para as camadas magnocelulares (camadas 1 – 2) e

parvocelulares (camadas 3 – 6) do LGN, confirmando os resultados previamente obtidos por

Leventhal et al. (1981). Finalmente, usando uma variação do método neurofibrilar de Gros-

Schultze (SILVEIRA & PERRY, 1990), aplicada em montagens planas de retinas inteiras do

Macaca, a qual cora especificamente as células M, foi possível verificar a distribuição da

densidade dessas células na retina desse catarríneo, confirmando as estimativas anteriores

feitas com HRP de que elas representam cerca de 10% das células ganglionares em muitas

localizações na retina, com exceção do quadrante nasal, onde sua proporção aumenta para

20% (SILVEIRA & PERRY, 1991).

Desde 1981, diferentes grupos de pesquisa têm usado o transporte retrógrado

de HRP ou biocitina, assim como a injeção intracelular de Lucifer Yellow, HRP, neurobiotina

ou biocitina, ou variações aperfeiçoadas de métodos clássicos de coloração neurofibrilar, para

marcar células ganglionares em montagens planas de retinas inteiras de diversas espécies de

primatas. As células ganglionares M e P foram identificadas em todos os primatas estudados

até agora, incluindo o homem (RODIECK et al., 1985; KOLB et al., 1992; DACEY &

PETERSEN, 1992), outros catarríneos (LEVENTHAL et al., 1981; PERRY & COWEY,

1981; WATANABE & RODIECK, 1989; SILVEIRA & PERRY, 1991), platirríneos diurnos

(LEVENTHAL et al., 1989; de LIMA, 1993; de LIMA et al., 1993, 1996; SILVEIRA et al.,

1994; YAMADA, 1995; GHOSH et al., 1996; YAMADA et al., 1996a, b; GOMES, 2001;

GOMES et al., 2005), platirríneos noturnos (de LIMA, 1993; de LIMA et al., 1993, 1996;

SILVEIRA et al., 1994; YAMADA, 1995; YAMADA et al., 1996a, 2001) e prossímios

(YAMADA et al., 1998). Em todos esses primatas, as células M têm corpos celulares

grandes, axônios espessos e árvores dendríticas grandes, com um padrão de ramificação

radial, enquanto que as células P têm corpos celulares pequenos, axônios finos e árvores

dendríticas pequenas, com um padrão de ramificação denso e retorcido.

Como acontece com certas classes de células ganglionares de outros

mamíferos, tais como as células α e β do gato, as células M e P são divididas em duas

subclasses de acordo com o nível de ramificação de sua árvore dendrítica na camada

plexiforme interna. As células de uma subclasse têm dendritos que se ramificam na parte

externa ou lamela a da camada plexiforme interna e são chamadas de células M e P externas

ou Ma e Pa, respectivamente. As células da outra subclasse têm dendritos que se ramificam

na parte interna ou lamela b da camada plexiforme interna e são chamadas de células M e P

internas ou Mb e Pb, respectivamente.

Os estudos fisiológicos têm demonstrado que a retina dos primatas tem uma

variedade de classes funcionais de células ganglionares tão grande quanto a variedade de

classes morfológicas, sendo as duas classes mais estudadas as células fásicas sem oponência

de cores e as células tônicas com oponência verde-vermelha (HUBEL & WIESEL, 1960;

GOURAS, 1968; de MONASTERIO & GOURAS, 1975; de MONASTERIO et al., 1975a, b;

de MONASTERIO, 1978a, b, c; KAPLAN & SHAPLEY, 1986; LEE et al., 1988, 1989a, b, c,

1990, 1994; PURPURA et al., 1988, 1990; KREMERS et al., 1993; CRONER & KAPLAN,

1995).

A correlação entre morfologia e fisiologia permaneceu baseada em inferências

até o desenvolvimento de uma preparação retino-corioidal de primatas in vitro, a qual permite

a combinação de estimulação luminosa do mosaico de fotorreceptores e o registro elétrico e

marcação neuronal intracelular. Usando esse procedimento, Dacey & Lee (1994) foram

capazes de confirmar que as células ganglionares fásicas sem oponência de cores da

eletrofisiologia correspondiam às células M, enquanto que as células tônicas com oponência

verde-vermelha eram as células P. Além disso, com o uso dessa preparação foi possível

demonstrar que as subclasses externas e internas das células M e P têm campos receptivos

com centro off e on, respectivamente (DACEY & LEE, 1994).

Foram descritas outras células ganglionares usando critérios morfológicos além

das células M e P (PERRY & COWEY, 1984; KOLB et al., 1992; RODIECK &

WATANABE, 1993; YAMADA et al., 2005). Uma delas é uma célula biestratificada de

campo dendrítico pequeno, da mesma ordem de magnitude do campo dendrítico das células

M e cerca de três vezes maior em diâmetro que o das células P, numa dada localização da

retina. Outras células perfazem um grupo heterogêneo de células monoestratificadas e

biestratificadas de campo grande (cerca de três vezes maior em diâmetro que o das células M

e biestratificadas pequenas) ou gigante (cerca de três vezes maior em diâmetro que o das

células de campo grande). A eletrofisiologia também mostra que existem outras classes além

das células M e P, incluindo células tônicas com oponência azul-amarela, células

extremamente fásicas e células que respondem somente a estímulos móveis (de

MONASTERIO & GOURAS, 1975; de MONASTERIO et al., 1975a; de MONASTERIO,

1978a). Através da marcação intracelular de células com oponência azul on / amarelo off,

identificadas eletrofisiologicamente, Dacey & Lee (1994) foram capazes de mostrar que elas

eram as células biestratificadas de campo pequeno, previamente descritas com técnicas

morfológicas. Essas células constituem uma outra via paralela de processamento visual, a via

K (koniocelular) a qual é responsável pelo canal psicofísico de cor azul / amarelo (MARTIN,

2004).

Presentemente, através de técnicas semelhantes, estão sendo estudadas as

outras classes de células ganglionares para estabelecer a correspondência entre forma e

função. Várias dessas classes celulares projetam-se para as camadas koniocelulares do LGN,

de tal forma que a via K, tal como definida atualmente, apenas pelo sítio de projeção talâmico,

é altamente heterogênea. Usando estímulos tritan (que modulam preferencialmente células

sensíveis ao eixo cromático azul / amarelo), alguns estudos identificaram células com

oponência azul off / amarelo on no LGN de Macaca sp. (VALBERG et al., 1986a) e

Callithrix sp. (SZMAJDA et al., 2006), existindo evidências de que essas células

correspondem, na retina, a uma classe de células ganglionares de campo grande (DACEY et

al., 2002, 2003). Foi também encontrada na retina de humanos e de Macaca uma classe de

células ganglionares diretamente excitáveis pela luz por possuírem na sua membrana

plasmática o fotopigmento melanopsina, uma proteína transmembrana com acoplamento à

proteína G (PROVENCIO et al., 2002; DACEY et al., 2005). Morfologicamente, essas

células exibem as maiores árvores dendríticas dentre as células ganglionares retinianas até

então estudadas em primatas, com dendritos longos e esparsos e com uma cobertura

dendrítica alta. São, em sua maioria, monoestratificadas e constituem duas subclasses, cada

uma enviando processos dendríticos para as bordas limitantes (externa e interna) da camada

plexiforme interna (DACEY et al., 2005). Apesar disso, fisiologicamente, ambas as

subclasses apresentam campo receptivo centro on, oponência azul off / amarelo on e resposta

extremamente tônica (DACEY et al., 2005).

O foco do presente trabalho ficou restrito às células M e P, uma vez que as

células K, quando consideradas nas suas variedades, são menos freqüentes na retina de

primatas e, portanto, mais difíceis de serem estudadas usando a metodologia de registro

eletrofisiológico unitário in vivo.

1.3 PROPRIEDADES TEMPORAIS E ESPECTRAIS DAS CÉLULAS

GANGLIONARES M E P DE CATARRÍNEOS

A partir de vários estudos conduzidos desde o final da década de 60, com o

emprego de registros eletrofisiológicos de neurônios isolados, dentre outras técnicas, tem sido

construída uma caracterização fisiológica das células ganglionares da retina de primatas.

Esses estudos usaram inicialmente, e em sua grande parte até então, como modelo animal os

primatas do gênero Macaca. Sendo um antropóide catarríneo, é esperado que a escolha desse

gênero favoreça as comparações com o sistema visual humano, já que estudos

neuroanatômicos anteriores mostraram uma alta similaridade entre os elementos do sistema

visual desse grupo de primatas (incluindo o homem).

Se o estímulo visual for um pulso de luminância, as células M são classificadas

como fásicas, com respostas transientes e alta sensibilidade ao contraste de luminância,

enquanto as células P são classificadas como tônicas, dando respostas sustentadas e baixa

sensibilidade ao contraste de luminância (HUBEL & WIESEL, 1960; GOURAS, 1968; de

MONASTERIO & GOURAS, 1975; de MONASTERIO et al., 1975a, b; de MONASTERIO,

1978a, b, c; KAPLAN & SHAPLEY, 1986; LEE et al., 1988, 1989a, b, c, 1990, 1994;

PURPURA et al., 1988, 1990; KREMERS et al., 1993; CRONER & KAPLAN, 1995).

Por outro lado, para pulsos de cor variando no tempo, as células M e P também

apresentam uma dicotomia funcional: as células M são pouco sensíveis a esses estímulos,

enquanto que as células P respondem vigorosa e tonicamente caso a composição espectral dos

pulsos estiver localizada em um eixo cromático verde / vermelho (GOURAS, 1968; de

MONASTERIO & GOURAS, 1975; de MONASTERIO et al., 1975a, b; de MONASTERIO,

1978a, b, c; LEE et al., 1988, 1989a, b, c, 1990, 1994).

As células ganglionares M e P de primatas também respondem de modo

distinto quando estimuladas com oscilações temporais de luminância ou de cor. No primeiro

caso, as células M são cerca de 8 a 10 vezes mais responsivas que as células P (KAPLAN &

SHAPLEY, 1986; LEE et al., 1989a). Além da maior responsividade, as células M

apresentam uma Função de Transferência de Modulação Temporal (FTMT) de luminância

passa banda, com um pico de responsividade entre 20-40 Hz (LEE et al., 1989a, 1990),

diminuindo sua responsividade nas freqüências temporais baixas e altas. Por outro lado, as

células P apresentam uma FTMT de luminância passa baixa (LEE et al., 1989a, 1990), com

uma responsividade similar nas freqüências temporais baixas e médias, decaindo nas altas. A

FTMT de luminância de uma célula ganglionar M é similar em forma e responsividade à

Função de Sensibilidade ao Contraste Temporal de Luminância obtida psicofisicamente em

humanos (LEE et al., 1989a, 1990).

As células P são mais responsivas para oscilações de cor verde / vermelho que

as células M, apresentando uma FTMT de cor passa baixa e um pico de responsividade entre

20-30 Hz (LEE et al., 1989a, 1990). Quando a responsividade acromática da célula M é

comparada com a responsividade cromática da célula P, a diferença de responsividade entre

as duas cai para cerca de 2 a 3 vezes, tornando-se menor do que a diferença observada para

oscilações de luminância (LEE et al., 1989a, 1990).

Para um sistema completamente linear, ou seja um sistema onde são válidos os

príncipios de aditividade e de sobreposição, a transformada inversa (ou síntese) de Fourier da

FTMT pode predizer como é a resposta impulso da célula no domínio do tempo (SILVEIRA,

1996; SILVEIRA & de MELLO Jr., 1998; SILVEIRA et al., 2004b). Esse postulado é válido

para as células P da retina de primatas tanto para modulações de cor quanto para as de

luminância, exceto sob circustâncias particulares onde aparecem não-linearidades

importantes, como em contrastes altos (LEE et al., 1990, 1994). As células M também são

lineares em função do contraste de luminância do estímulo, mas em um intervalo bem mais

restrito de valores de tempo e de contraste do estímulo, quando comparadas às células P (LEE

et al., 1994). A não-linearidade das células M é caracterizada pela presença de um mecanismo

de controle de ganho de contraste, o qual consiste numa saturação na amplitude da resposta da

célula acompanhada por um avanço na fase da resposta em função do contraste

(BENARDETE et al., 1992.; LEE et al., 1994). Como esperado, as células P não apresentam

o mecanismo de controle de ganho de contraste (BENARDETE et al., 1992; LEE et al.,

1994).

Além da caracterização das propriedades temporais das células ganglionares

usando os estímulos simples supracitados, como pulsos e oscilações, Barry B. Lee e colegas,

usando registros unitários eletrofisiológicos in vivo, empregaram estímulos mais complexos

para detalhar a “divisão de tarefas” entre as células ganglionares retinianas M e P nos

domínios temporais e espectrais. Esses estímulos consistiram principalmente de dois

protocolos: a fotometria com flicker heterocromático (Heterochromatic Flicker Photometry,

HFP) (LEE et al., 1988) e o protocolo de fase (SMITH et al., 1992). Ambos foram adaptados

para a eletrofisiologia unitária a partir de estudos anteriores de psicofísica visual (HFP: e.g.

KAISER, 1988; Protocolo de fase: LINDSEY et al., 1986). No primeiro protocolo, duas luzes

monocromáticas são osciladas em oposição de fase e a proporção entre seus contrastes é

variada de modo pré-determinado. No segundo, duas luzes monocromáticas com o mesmo

contraste são variadas em diferentes relações entre suas fases. Para maiores detalhes a

respeito, ver Materiais e Métodos (2.5.5 Fotometria com flicker heterocromático, página 38;

2.5.6 Protocolo de fase, página 43). Com esses paradigmas de estimulação, foram estudadas

as seguintes propriedades das células ganglionares: a especificidade dos sinais dos

fotorreceptores cones e bastonetes para as células M e P, qual o efeito da freqüência temporal

na convergência desses sinais e de que modo eles convergem para os campos receptivos das

células M e P (LEE et al., 1988; SMITH et al., 1992).

A partir do trabalho pioneiro do húngaro Stephen Wilhelm Kuffler (1913-

1980), na retina de coelho, sabe-se que os campos receptivos das células ganglionares

retinianas são circulares ou elípticos e que possuem um antagonismo entre suas regiões

central e periférica (KÜFFLER, 1953). O antagonismo espacial centroperiférico do campo

receptivo pode ser um antagonismo de luminância ou um antagonismo de cor ou espectral

(LEE, 2004; SILVEIRA et al., 2004a).

No primeiro tipo de antagonismo, as células podem ser centro on / periferia off,

ou o contrário, e não apresentam diferença de sensibillidade espectral entre o centro e a

periferia. Neste caso, se a célula ganglionar for excitada pela presença de luz no centro do seu

campo receptivo (centro on), essa mesma célula será inibida se a luz incidir sobre a periferia

do seu campo receptivo (periferia off). Essa responsividade é característica das células

ganglionares Mon, sendo que as células Moff possuem campo receptivo de características

opostas às primeiras, ou seja, com um centro inibido pela luz e uma periferia excitada pela luz

(LEE, 2004; SILVEIRA et al., 2004a).

No segundo tipo, os campos receptivos podem ter antagonismos centro-

periferia que diferem entre si quanto à sensibilidade espectral, a qual, por sua vez, depende de

qual(is) cone(s) converge(m) para o centro e para a periferia do campo receptivo. Essa

configuração de campo receptivo é caracteristicamente encontrada nas células P, as quais são

usualmente classificadas em PM+L-, PM-L+, PL+M-, PL-M+ (LEE, 2004; SILVEIRA et al.,

2004a), onde a primeira e a segunda letras significam a sensibilidade do fotorreceptor cone

que converge, respectivamente, para o centro ou para periferia do campo receptivo da célula

ganglionar. A letra M indica um sinal de entrada, para o campo receptivo, de um cone mais

sensível para comprimentos de onda médios (Middle wavelength), enquanto que a L significa

um sinal de entrada de um cone mais sensível para comprimentos de onda longos (Long

wavelength). Os comprimentos de onda médios e longos são discriminadas por um ser

humano com visão de cores normal, como sendo cores esverdeadas e avermelhadas,

respectivamente. O sinal de + ou de - após cada letra, significa, respectivamente, a

excitabilidade ou a inibição do campo receptivo para uma luz com o comprimento de onda

correspondente. Ou seja, uma célula PM+L- possui campo receptivo cujo centro é excitado

pela luz verde e uma periferia que é inibida pela luz vermelha. Observe-se que, do ponto de

vista do antagonismo espacial de luminância, as variedades PM+L- e PL+M- são células Pon,

enquanto as variedades PM-L+ e PL-M+ são células Poff.

O terceiro tipo de cone encontrado na retina de primatas é o cone S, mais

sensível para comprimentos de onda curtos (Short wavelength) e que não envia sinais às

células M ou P e sim para as células K (DACEY & LEE, 1994; LEE, 2004; MARTIN, 2004;

SUN et al., 2006). Os comprimentos de onda curto são discriminados por um ser humano com

visão de cores normal como cores azuladas.

Ao estudarem as propriedades fisiológicas das células ganglionares usando

modelos matemáticos de responsividade associados às funções de absorção espectral dos

cones M e L, Lee e colaboradores mostraram que a resposta acromática das células M é

resultado de uma convergência conjunta dos cones M e L tanto para o centro quanto para a

periferia do campo receptivo, porém com sinais antagônicos. As células P, por outro lado,

recebem também sinais dos cones M e L, porém com polaridades opostas entre si, o que

permite a oponência de cor observada nos registros dessas células. Os resultados principais

desses experimentos corroboram a hipótese de que as células M possuem uma alta

sensibilidade acromática e as P uma alta sensibilidade cromática e que as primeiras seriam o

substrato fisiológico do canal psicofísico de luminância e as segundas pelo canal psicofísico

de cor verde / vermelho dos primatas (e.g. KREMERS et al., 1992).

Em 1997, Lee e colaboradores modificaram o protocolo de fase citado

anteriormente para estudar a convergência dos sinais provenientes dos bastonetes para as

células ganglionares retinianas de Macaca (LEE et al., 1997). Nesse estudo, eles encontraram

mais uma diferença funcional entre as células M e P: o sinais de bastonetes que ativa as

células M é mais forte do que o que ativa as células P. Esse sinal dos bastonetes para as

células M é observável até em condições médias de iluminação retiniana, enquanto que as

células P só mostram respostas com sinal de bastonetes sob baixa iluminação retiniana,

chamada de condição escotópica (LEE et al., 1997).

O substrato anatômico responsável por essas convergências específicas de

bastonetes sobre células ganglionares através de circuitos neurais retinianos já foi

parcialmente elucidado. A retina dos primatas, assim como a retina de outros mamíferos,

possui muitas vias paralelas que conduzem os sinais dos cones e bastonetes para as células

ganglionares. Isto está refletido na existência de classes múltiplas de células bipolares de

cones, incluindo aqueles que conectam os cones às células M e P (BOYCOTT & WÄSSLE,

1991). Por outro lado, os bastonetes são conectados à retina interna por meio de uma única

classe de células bipolares de bastonetes. Células de uma classe específica de amácrinas, as

células amácrinas AII, transferem os sinais dos bastonetes para as células bipolares de cones,

na camada plexiforme interna, determinando que desse ponto em diante, os sinais dos

bastonetes e cones compartilhem as mesmas vias (KOLB & FAMIGLIETTI, 1974;

FAMIGLIETTI & KOLB, 1975).

Nesse aspecto, existe uma diferença crítica na transferência dos sinais de cones

e bastonetes para os níveis ulteriores da via visual (RODIECK, 1998). Todos os

fotorreceptores, cones e bastonetes, são hiperpolarizados pelo incremento de luz e

despolarizados pelo decremento de luz. Como a probabilidade de liberação de glutamato nos

terminais axonais dessas células é tanto maior quanto mais despolarizadas elas estão, os cones

e bastonetes liberam mais glutamato quando a luz diminui e menos quando ela aumenta. Os

cones fazem sinapses com duas classes de células bipolares, off e on. As classes off de células

bipolares de cones conservam o sinal dos cones: elas são inibidas pelo incremento e excitadas

pelo decremento luminoso, uma vez que possuem receptores de glutamato ionotrópicos, os

quais aumentam a permeabilidade da membrana a cátions quando ativados por aquele

neurotransmissor. As classes on de células bipolares de cones invertem o sinal dos cones: elas

são excitadas pelo incremento e inibidas pelo decremento de luz, porque possuem receptores

metabotrópicos de glutamato, os quais, quando ativados pelo neurotransmissor, disparam uma

série de reações metabólicas na célula que levam ao aumento da permeabilidade da membrana

plasmática ao potássio e a conseqüente hiperpolarização.

A partir desse ponto, a via dos cones é formada por neurônios glutamatérgicos

que conservam o sinal das bipolares: as células bipolares, as células ganglionares da retina, as

células retransmissoras das diversas camadas do núcleo geniculado lateral que se projetam

para o córtex visual e os neurônios piramidais do córtex visual primário. Interneurônios

excitatórios e inibitórios, que usam diversos tipos de neurotransmissão, situados em todas as

estações sinápticas da via visual, completam o que sabemos sobre os elementos dos circuitos

neurais visuais.

Por outro lado, todas as células bipolares de bastonetes são de uma única classe

on e, portanto, invertem o sinal provindo dos bastonetes. Elas não fazem sinapses diretamente

com as células ganglionares ou o fazem em número muito pequeno (GRÜNERT & MARTIN,

1991). Elas transferem os sinais provindos dos bastonetes para pelo menos duas classes de

células amácrinas, AI e AII (KOLB & FAMIGLIETTI, 1974; FAMIGLIETTI & KOLB,

1975). As células amácrinas AI têm campos dendríticos grandes, usam GABA como

neurotransmissor e fazem sinapses recíprocas nos terminais axonais das próprias células

bipolares de bastonetes (WÄSSLE et al., 1995). As células amácrinas AII têm campos

dendríticos pequenos e estão interpostas entre as células bipolares de bastonetes e as células

bipolares de cones que, curiosamente, são os próximos neurônios da via dos bastonetes. Elas

fazem sinapses elétricas, através de junções comunicantes, com as células bipolares de cones

on na lamela b da camada plexiforme interna, enquanto que na lamela a desta mesma camada

elas fazem sinapses inibitórias glicinérgicas com as células bipolares de cones off (WÄSSLE

et al., 1991, 1995).

Dessa forma, a atividade dos bastonetes, cujo sinal havia sido invertido nas

células bipolares de bastonetes, têm o seu sinal conservado nas sinapses entre as células

bipolares de bastonetes e as células amácrinas AII, assim como entre estas e as células

bipolares de cones on, e daí ao longo do restante da via (WÄSSLE et al., 1991, 1995).

Paralelamente, o sinal proveniente dos bastonetes é novamente invertido nas sinapses

glicinérgicas entre as células amácrinas AII e as células bipolares de cones off, mantendo-se

com o mesmo sinal a partir daí, no restante da via dos bastonetes (WÄSSLE et al., 1991,

1995). Essa via dos bastonetes foi dissecada, inicialmente, em mamíferos não-primatas

(KOLB & FAMIGLIETTI, 1974; FAMIGLIETTI & KOLB, 1975), porém estudos mais

recentes mostraram que ela está organizada de forma semelhante nos primatas (GRÜNERT &

MARTIN, 1991; WÄSSLE et al., 1995; DACEY, 1999; SILVEIRA et al., 2004a;

LAMEIRÃO, 2003). Para os primatas e outros mamíferos existe uma rota alternativa para o

sinal dos bastonetes. É através de junções comunicantes entre cones e bastonetes, de forma

que o sinal dos bastonetes passaria para os cones e estes, por sua vez, transmitiriam esses

sinais pelas suas próprias vias até as células ganglionares (SCHNEEWEIS & SCHNAPF,

1995; VERWEIJ et al., 1999).

1.4 ECOLOGIA DO SISTEMA VISUAL DOS PRIMATAS NEOTROPICAIS

É de grande relevância investigar se as células M e P têm a mesma morfologia

e fisiologia em primatas com hábitos comportamentais diferentes (diurno versus noturno, por

exemplo) e diferentes formas de visão de cores (mono, di ou tricromata). Os primatas

compreendem duas subordens: Anthropoidea e Prosimii (FLEAGLE, 1988). Os antropóides

são divididos em duas infraordens, Catarrhini (catarríneos) e Platyrrhini (platirríneos),

habitantes dos continentes eurasiático e africano e do continente americano, respectivamente.

Esses últimos também são conhecidos como primatas neotropicais. Os vinte e dois gêneros de

antropóides do Velho Mundo são todos diurnos e sua visão de cores é tricromática, com

pouca variação entre indivíduos e espécies (JACOBS, 1998; VOROBYEV, 2004). A partir de

uma reclassificação sugerida recentemente, um gênero adicional pertenceria a esse grupo, o

Rungwecebus (DAVENPORT et al., 2006), mas ainda não há estudos sobre seu sistema

visual. De qualquer modo, em humanos e demais catarríneos, a dicromacia e a tricromacia

anômala são considerados fenótipos anormais. Assim, não é de se surpreender que a

organização retiniana seja bastante semelhante em todos os catarríneos até agora estudados,

com apenas pequenas diferenças entre as espécies.

Por outro lado, os antropóides do Novo Mundo diferem daqueles do Velho

Mundo porque compreendem espécies diurnas e noturnas, as quais apresentam uma grande

variedade de fenótipos de visão de cores (JACOBS, 1998; VOROBYEV, 2004) (Tabela 1).

Eles representam modelos animais interessantes para testar hipóteses sobre a organização das

vias visuais dos primatas. Entre os platirríneos, existem dezessete gêneros diurnos e um

gênero noturno, o Aotus. Além disso, as populações de quase todas as espécies de platirríneos

contém uma mistura de indivíduos dicromatas e tricromatas (MOLLON et al., 1984;

VOROBYEV, 2004) devido à presença de um único gene no cromossoma X que codifica os

fotopigmentos sensíveis a comprimentos de onda médios e longos (encontrados nos cones M

e L, respectivamente). Conseqüentemente, todos os machos são dicromatas e têm o cone S,

cujo fotopigmento é codificado no cromossoma autossômico 7, e um cone M ou L, cujo

fotopigmento é codificado no cromossoma X. Devido ao polimorfismo sexual do gene para os

fotopigmentos M/L, existem três ou mais fenótipos entre os machos. As fêmeas

monozigóticas são dicromatas, enquanto as fêmeas heterozigóticas são tricromatas, sendo as

proporções exatas de dicromatas e tricromatas dependente do número e da freqüência de

alelos do gene para fotopigmentos M/L na população. Finalmente, também devido ao

polimorfismo sexual, existem várias formas de dicromacia e tricromacia entre as fêmeas

(MOLLON et al., 1984).

Tabela 1. Antropóides do Novo Mundo, segundo a revisão de Rylands et al. (2000).

Família

Gênero

Número de

espécies

Estilo de vida Visão de cores

Estudos sobre células

ganglionares retinianas

M e P

Callitrichidae

Cebuella 1 Diurno

- -

Mico 14 Diurno

- -

Callithrix 6 Diurno Polimórfica

4-8, 16-17,

Saguinus 15 Diurno Polimórfica

Leonthopithecus 4 Diurno Polimórfica

Callimico 1 Diurno

Cebidae

Saimiri 5 Diurno Polimórfica

Cebus 7 Diurno Polimórfica

1-3, 10, 12-13, 18-20, 25-28,

35-36

Aotidae

Aotus 8 Noturno Monocromática

1-3, 11-12, 14, 18-19, 21-22,

34-36

Pitheciidae

Callicebus 19 Diurno Polimórfica

Pithecia 5 Diurno

- -

Chiropotes 2 Diurno

- -

Cacajao 2 Diurno

- -

Atelidae

Alouatta 8 Diurno Tricromática

15, 23, 29-33,

Ateles 6 Diurno Polimórfica

Lagothrix 4 Diurno

- -

Oreonax 1 Diurno

- -

Brachyteles 2 Diurno

- -

Visão de cores polimórfica refere-se a uma população normal composta de indivíduos dicromatas e

tricromatas. Estudos morfológicos:

de LIMA (1993),

2-3

de LIMA et al. (1993, 1996),

GHOSH et al.

(1996),

GOMES (2001),

GOMES et al. (2005),

GOODCHILD et al. (1996),

JUSUF et al. (2006),

LEVENTHAL et al. (1989),

10-15

SILVEIRA et al. (1989, 1993, 1994, 1998, 2001b, 2004c),

SZMAJDA et al. (2005),

WILDER et al. (1996),

18-21

YAMADA et al. (1995, 1996a, b, 2001).

Estudos eletrofisiológicos:

22-23

da SILVA FILHO et al. (2000, 2003),

HUBEL & WIESEL

(1960),

25-26

LEE et al. (1996, 2000),

SAITO (2003),

28-33

SAITO et al. (2001, 2004a, b, 2005a, b, c),

34-36

SILVEIRA et al. (2000, 2001a, 2004a).

Até o presente, foram descobertas duas exceções a esse padrão platirríneo para

a visão de cores (JACOBS, 1998; VOROBYEV, 2004). O diurno Alouatta possui uma

tricromacia bastante semelhante àquela observada entre os catarríneos (JACOBS et al., 1996a;

REGAN et al., 1998; SAITO et al., 2004b; VOROBYEV, 2004). Estudando indivíduos

anestesiados de Alouatta caraya e de Alouatta seniculus, Jacobs e colaboradores não

encontraram diferenças de sensibilidade espectral a partir dos registros eletrorretinográficos

obtidos em fêmeas e no indivíduo macho testado: todos apresentavam um padrão de

sensibilidade espectral condizente com a presença dos cones M, com um pico de absorção

espectral em 530 nm, e dos cones L, com um pico de absorção espectral em 562 nm

(JACOBS et al., 1996a). Esses valores são semelhantes àqueles encontrados em primatas

catarríneos. A análise genética de amostras sangüíneas desses animais mostrou que o

Alouatta, através de uma duplicação, tem dois genes diferentes no cromossomo X para a

codificação de dois fotopigmentos diferentes, um M e outro L, havendo apenas um alelo para

cada gene na população (JACOBS et al., 1996a). Juntamente com esses dois genes, ele

também tem um gene no cromossomo autossômico 7 para a codificação do fotopigmento S.

Assim, todos os indivíduos da população de Alouatta, sejam machos ou fêmeas, são

tricromatas (JACOBS et al., 1996a). Apesar dos resultados eletrorretinográficos indicarem a

expressão de ambos os fotopigmentos, M e L, um estudo detalhado da fisiologia das células

ganglionares retinianas M e P do Alouatta pode trazer mais informações a respeito da

presença de uma tricromacia completa nesse primata.

Outra exceção a esse padrão é o Aotus, um primata noturno e monocromata que

tem um único gene que codifica um fotopigmento M/L, está localizado no cromossomo X e

apresenta um único alelo na população. Além disso, o gene do cromossomo 7 que codifica o

fotopigmento S não funciona e, assim, não existem cones S na retina (JACOBS et al., 1993,

1996b).

Uma revisão da literatura sobre a distribuição de densidade de fotorreceptores

em primatas, incluindo estudos comparativos recentes realizados em platirríneos (TROILO et

al., 1993; ANDRADE DA COSTA & HOKOÇ, 2000; FRANCO et al., 2000; FRANCO,

2002), revelou a presença de três padrões básicos entre os primatas de como o mosaico

fotorreceptor está organizado (SILVEIRA, 2003). Os primatas diurnos de olhos pequenos,

como Callithrix e Saguinus, têm retinas com uma alta razão de densidade de cones para

bastonetes, enquanto aqueles com olhos de tamanho médio a grande possuem retinas com

uma razão intermediária, como é o caso do Alouatta, Cebus, Macaca e o próprio homem

(SILVEIRA, 2003). Todos os primatas diurnos, independentemente das dimensões oculares,

têm uma fóvea bem desenvolvida, cujo tamanho é constante em espécies diferentes

(FRANCO et al., 2000). Finalmente, as retinas dos primatas noturnos, tais como Aotus e

Otolemur, exibem uma razão muito baixa de cones para bastonetes e não possuem uma fóvea

bem desenvolvida (JONES, 1965; WEBB & KAAS, 1976; DeBRUYN et al., 1980; STONE

& JOHNSTON, 1981; WIKLER & RAKIC, 1990; SILVEIRA et al., 1993).

Assim, é interessante estudar-se como as células M e P de primatas com

diferentes tipos de mosaico fotorreceptor processam os sinais dos cones e bastonetes. Entre os

platirríneos, existem exemplos de todos esses três padrões de mosaico fotorreceptor

mencionados e, assim, eles representam um excelente modelo animal para investigar esta

questão. As células M e P de todos os outros antropóides até aqui estudados ajustam o

tamanho dos seus campos dendríticos, ao longo do desenvolvimento do sistema nervoso, para

manter aproximadamente a mesma convergência de cones (YAMADA et al., 2001).

Conseqüentemente, a convergência de bastonetes para as células M e P é muito diferente nos

platirríneos, já que a razão de cones para bastonetes é tão diversa e, nesse trabalho, pretendeu-

se encontrar diferenças fisiológicas significativas entre eles.

A maioria dos estudos fisiológicos mostram que as células M e P enviam os

sinais dos cones e bastonetes até o LGN com pesos diferentes. Muito embora os estudos

morfológicos feitos na retina de Macaca sugerem que ambas as classes de células recebam os

sinais de bastonetes em intensidade significativa (GRÜNERT, 1997), os registros de células

ganglionares na retina da mesma espécie mostrou que enquanto as células M recebem uma

grande contribuição dos bastonetes, as células P recebem sinais fracos ou não os recebe,

especialmente na região central da retina (PURPURA et al., 1988, 1990; LEE et al., 1997).

Estudo psicofísicos (SUN et al., 2001) e eletrorretinográficos (KILAVIK & KREMERS,

2006) em humanos também apontam nesta direção.

No presente trabalho foram usados três gêneros de platirríneos para fazer um

estudo comparativo de alguns aspectos temporais e espectrais da função retiniana nas células

ganglionares M e P: o diuno tricromata Aloutta (JACOBS et al., 1996a); o diurno macaco-

prego Cebus, cuja população é uma mistura de indivíduos dicromatas e tricromatas (JACOBS

& NEITZ, 1987); e o noturno e monocromata macaco-da-noite, Aotus (WIKLER & RAKIC,

1990; JACOBS et al., 1993, 1996b). Esses primatas neotropicais têm olhos e retinas de

tamanhos semelhantes, facilitando a comparação direta de observações realizadas em

diferentes localizações retinianas tanto em métrica linear quanto angular. Diversos aspectos

da anatomia retiniana desses primatas têm sido investigados, incluindo distribuição de

fotorreceptores (Alouatta: FRANCO et al., 2000; FRANCO, 2002; Cebus: ANDRADE DA

COSTA & HOKOÇ, 2000; FRANCO et al., 2000; FRANCO, 2002; Aotus: OGDEN, 1975;

FRANCO et al., 2000; SILVEIRA et al., 2001b; FRANCO, 2002;), morfologia das células

horizontais da retina (Cebus: dos REIS et al., 2002; Aotus: dos SANTOS, 2002; dos SANTOS

et al., 2005), morfologia das células bipolares (Cebus: SILVEIRA et al., 1998, 2003;

LAMEIRÃO, 2003; Aotus: SILVEIRA et al., 2001b), distribuição das células ganglionares

(Alouatta: SILVEIRA et al., 2004c; Cebus: SILVEIRA et al., 1989, 2001b; Aotus:

SILVEIRA et al., 1993, 2001b), morfologia das células ganglionares M e P (Cebus:

SILVEIRA et al., 1994; YAMADA, 1995; YAMADA et al., 1996a, b; Aotus: SILVEIRA et

al., 1994; YAMADA, 1995; YAMADA et al., 1996a, 2001), distribuição das células

ganglionares M (Cebus e Aotus: de LIMA, 1993; de LIMA et al., 1993, 1996) e morfologia

das células ganglionares biestratificadas de campo pequeno (Cebus: YAMADA, 1995;

SILVEIRA et al., 1999). Além disso, numa série de trabalhos recentes, foram investigados

diversos aspectos da eletrofisiologia das células M e P desses primatas, assim como das

células biestratificadas de campo dendrítico pequeno do Cebus, estas últimas conhecidas

eletrofisiologicamente como células azul – on / amarelo – off (Cebus: LEE et al., 1996, 2000,

SILVEIRA et al., 1998; Aotus: SILVEIRA et al., 2000).

Os resultados desses trabalhos, tanto anatômicos quanto eletrofisiológicos,

podem ser sumariados da seguinte maneira. Existem poucos estudos anatômicos sobre o

sistema visual do Alouatta quando comparado com esses outros platirríneos. Foi reportado

que o Alouatta apresenta uma densidade maior de fotorreceptores na região central da retina

do que os outros primatas platirríneos, com uma respectiva diminuição de diâmetro do

fotorreceptor na região foveal (FRANCO et al., 2000). Entretanto, esse aumento de densidade

na retina central é compensado por uma baixa densidade nas regiões periféricas da retina, de

modo que o número total de fotorreceptores do Alouatta é alometricamente condizente para

um primata do seu tamanho. Similarmente a essa alta densidade dos fotorreceptores centrais,

uma densidade elevada de células ganglionares foi encontrada na retina central do Alouatta,

porém acompanhada por uma diminuição proporcional na densidade de células ganglionares

nas regiões periféricas da retina (SILVEIRA et al., 2004b).

A retina de Cebus é muito semelhante à de Macaca e, por conseguinte, à do

homem, em quase todos os aspectos qualitativos e quantitativos até agora investigados, com a

exceção do fato de que as células P de Cebus dicromatas não apresentam oponência verde –

vermelha (Lee et al., 2000). A retina de Aotus, por outro lado, embora tenha quase todas as

classes celulares encontradas nos antropóides diurnos, apresenta diferenças quantitativas

importantes, seja em tamanho do campo dendrítico, seja em densidade celular, quando

comparado com aqueles primatas. Isto pode ser apreciado, por exemplo, comparando-se os

resultados da análise quantitativa de diversos parâmetros morfológicos das células M e P de

Cebus e Aotus, realizada em material preparado exatamente com uma mesma metodologia

(YAMADA, 1995; YAMADA et al., 1996b, 2001).

1.5 OBJETIVOS

O presente trabalho teve como objetivo principal o de analisar qualitativa e

quantitativamente as propriedades temporais e espectrais das células ganglionares retinianas

M e P de Alouatta caraya, Cebus apela e Aotus infulatus através da técnica de registro

eletrofisiológico unitário extracelular in vivo.

Os objetivos específicos foram:

a) Caracterizar as respostas das células ganglionares M e P nesses primatas

para pulsos de luminância e de cor;

b) Avaliar, através do levantamento das Funções de Transferência de

Modulação Temporal (FTMT), a sensibilidade temporal de luminância e de cor das células

ganglionares M e P nesses primatas;

c) Verificar se na retina do Alouatta caraya existem células ganglionares

retinianas que podem ser classificadas fisiologicamente como células M e P, com

propriedades temporais e espectrais semelhantes àquelas encontradas na retina de catarríneos

através dos protocolos de Fotometria com flicker heterocromático (HFP) e de fase;

d) Estudar o efeito da freqüência temporal na contribuição dos cones e

bastonetes para as respostas das células ganglionares retinianas no Cebus e no Aotus através

dos protocolos de Fotometria com flicker heterocromático (HFP) e de fase;

e) Correlacionar os estilos de vida diferentes adotados por esses primatas com

as propriedades temporais e espectrais de suas células ganglionares.

Partes do presente trabalho já foram apresentados, ou como painéis em

simpósios científicos regionais (SAITO et al., 2005a), nacionais (da SILVA FILHO et al.,

2000; SAITO et al., 2004a, 2005b; SILVEIRA et al., 2001a) ou internacionais (da SILVA

FILHO et al., 2003; SAITO et al., 2001, 2003, 2004b, 2005c; SILVEIRA et al., 2000), assim

como artigo completo em periódico indexado (SILVEIRA et al., 2004a).

2 MATERIAIS E MÉTODOS

2.1 ANIMAIS

Nove animais adultos foram usados: três Alouatta caraja machos, pesos entre

6,5 kg a 7,5 kg; três Cebus apella, 2 machos e 1 fêmea (dicromata), pesos entre 3,0 kg a 3,5

kg; e três Aotus infulatus, 1 macho e 2 fêmeas, pesos entre 0,75 kg a 1,0 kg. Os animais foram

provenientes do Centro Nacional de Primatas (CENP, Ananindeua, Pará) e antes do

experimento foram trazidos e mantidos no Biotério da Universidade Federal do Pará.

Os procedimentos experimentais obedeceram às normas da ARVO

(Association for Research in Vision and Ophthalmology, Associação para a Pesquisa em

Visão e Oftalmologia) para experimentos com animais (ARVO, 2006) e aprovado pelo

Comitê de Ética em Pesquisa Animal do Centro de Ciências Biológicas da Universidade

Federal do Pará.

2.2 PREPARAÇÃO DO ANIMAL

O animal foi selecionado aleatoriamente e posto em privação alimentar por 6

horas e hídrica por 2 horas. Uma solução anestésica de 3:1 de cloridrato de cetamina

(VETANARCOL, KÖNIG) e cloridrato de xilazina (ROMPUN, BAYER) foi aplicada, pela

via intramuscular, na coxa direita (10 mg de cloridrato de cetamina e 3,3 mg de cloridrato de

xilazina por kilograma de peso corporal). As seguintes regiões foram tricotomizadas: parte

superior do crânio, parte ventral do pescoço, face medial dos braços esquerdo e direito e face

medial das pernas esquerda e direita na altura da coxa.

Antes da cirurgia, foi confirmado o estado de anestesia profunda do animal

observando a perda de sensibilidade nociceptiva, perda dos reflexos protetores (palpebral e

deglutição), diminuição do reflexo pupilar, relaxamento do tônus muscular anal e uma

respiração mais profunda e regular. Se necessário, foi administrado mais anestésico para que o

animal entrasse nesse estado.

2.2.1 Sistema de manutenção das funções vitais

Cada experimento teve uma duração média de 2 a 3 dias. O animal ficou

anestesiado e totalmente imobilizado durante todo o experimento. Então, foi empregado um

sistema auxiliar para a manutenção e monitoração de suas funções vitais. A descrição de todo

este sistema, bem como dos procedimentos cirúrgicos relacionados, segue abaixo.

O animal foi colocado em uma mesa cirúrgica de metal (MAX PLANCK

INSTITUTE), eletricamente aterrada. Um microscópio cirúrgico OPMI-1 (CARL ZEISS),

acoplado à mesa, com um aumento de até 2,5 vezes, foi usado nas operações mais delicadas.

Inicialmente, duas a três gotas de sulfato de atropina (ATROPINA 1%, ALLERGAN) e de

cloridrato de fenilefrina (FENILEFRINA 10%, ALLERGAN) foram instiladas em cada olho

do animal, a fim de provocar midríase.

Uma incisão cirúrgica foi feita em um dos braços do animal, geralmente no

antebraço direito, onde foi inserido um cateter venoso, composto por um tubo fino (0,96 mm

de diâmetro externo) de polietileno (PORTEX). A incisão foi fechada, após a aplicação de

uma pomada de fibrinolisina, desoxirribonuclease 666 e clorafenicol (FIBRASE, PARKE-

DAVIS) no local. Além da infusão manual de medicamentos quando necessário, o cateter

permitiu a infusão automática de solução de hidratação e de alimentação parenteral através de

uma bomba de infusão (B. BRAUN). Essa solução teve a seguinte composição: 1 a 4 µg/kg/h

de sufentanil (SUFENTA, JANSSEN-CILAG) diluído em soro glicosado a 5% na proporção

de 1:10; e 4,5 a 7 mg/kg/h de trietiliodeto de galamina (FLAXEDIL, RHODIA FARMA). A

velocidade da infusão foi de 12 ml/h.

O animal foi posicionado em decúbito ventral e sua cabeça presa por barras

auriculares de um sistema de contenção craniana (MAX PLANCK INSTITUTE) inseridas nos

condutos auditivos externos, montado em uma plataforma antivibratória em cima da mesa

cirúrgica. Previamente foi passada na superfície de cada barra auricular uma camada fina de

pomada de lidocaína (XYLOCAÍNA 5%, ASTRA).

Em seguida, para a ventilação e anestesia gasosa do animal, procedeu-se de

duas formas distintas de acordo com a espécie do primata. Para o Aotus, que possui uma

traquéia mais fina que os demais, foi feita uma traqueostomia para a colocação de uma cânula

metálica. Para o Cebus e o Alouatta, os quais possuem uma traquéia mais calibrosa, foi

colocada uma cânula plástica de traqueostomia com balão através da boca. Em ambos os

casos, a cânula ficou ligada a um respirador artificial (UGO BASILE). Um barômetro (MAX

PLANCK INSTITUTE), conectado na saída do respirador artificial, mensurou a pressão

inspiratória, em mBar. Um tubo de menor diâmetro foi acoplado também à cânula para

acompanhar o percentual de volume de CO

, na respiração do animal, medido por um

capnógrafo (MAX PLANCK INSTITUTE). Uma pomada de fibrinolisina,

desoxirribonuclease 666 e clorafenicol (FIBRASE, PARKE-DAVIS) foi administrada no

local da traqueostomia.

O respirador artificial injetou no animal uma solução gasosa na seguinte

proporção (gases fornecidos por WHITE MARTINS): 23,5% de O

por minuto; 1,5% de O

(95%)

/ CO

(5%) por minuto; e 75% de N

O por minuto. Os valores de freqüência

respiratória e volume respiratório do respirador artificial foram regularmente ajustados para

que a expiração do animal contivesse um volume máximo de CO

de aproximadamente 4%.

Para fixar o ângulo da cabeça do animal, duas barras de contenção foram

usadas. Uma barra dental foi colocada na boca do primata, atrás dos dentes caninos. Uma

barra em formato de “U” invertido com um parafuso fixador no meio, foi colocada sob a

cabeça do animal e fixada em um pequeno corte frontal no couro cabeludo. O animal foi posto

com os olhos na direção da linha do horizonte, correspondendo ao ângulo zero do aparelho

estereotáxico, e as extremidades laterais das duas barras foram fixadas ao aparelho

estereotáxico em locais específicos, imobilizando totalmente a cabeça do animal durante todo

o experimento.

Uma manta térmica (MAX PLANCK INSTITUTE) manteve a temperatura

corpórea do animal em aproximadamente 37,5

C. A manta foi controlada por um termômetro

com termostato (MAX PLANCK INSTITUTE) e a temperatura medida através de uma sonda

retal no animal (MAX PLANCK INSTITUTE).

O eletrocardiograma (ECG) do animal foi monitorado através de um dos canais

de um osciloscópio diferencial de duplo feixe R5031 (TEKTRONIX). A respectiva saída do

osciloscópio foi conectada a uma das entradas de um amplificador de áudio SM-660

(MAXSOM), tornando possível o acompanhamento da freqüência cardíaca através de um

sistema de caixas de som (CSR).

O outro canal do osciloscópio foi usado para acompanhar o

eletroencefalograma (EEG) do animal. Para tanto, uma incisão no couro cabeludo foi feita,

expondo a parte superior e medial do crânio do animal; o periósteo foi removido com uma

lâmina de bisturi e dois pequenos orifícios de aproximadamente 1,5 mm de diâmetro e

eqüidistantes em relação à linha medial do crânio foram feitos usando uma furadeira elétrica

(DREMEL) com uma broca apropriada. Duas barras metálicas finas, os eletródios do ECG,

foram inseridos nestes orifícios e fixadas no crânio com acrílico autopolimerizante

(CLÁSSICO).

A visualização freqüente do ECG e do EEG, dentre outros parâmetros,

permitiu monitorar as funções vitais do animal. Caso a freqüência diminuísse para menos que

100 batidas por minuto (bpm) e/ou o ECG apresentasse uma atividade cortical anormal, a

anestesia gasosa e intravenosa era diminuída. Idealmente, o nível de anestesia profunda que

não comprometesse a vida do animal deveria apresentar uma freqüência cardíaca entre 100

bpm e 150 bpm e um ECG com uma predominância de ondas de baixa freqüência. No

decorrer do experimento, a cada 30 minutos, os valores da freqüência cardíaca e da

respiratória, o volume e a pressão inspiratória, o nível de CO

e a temperatura foram anotados,

bem como o ECG visualmente vistoriado. Diariamente, doses de 2 mg de sulfato de atropina

injetável (ARISTON) e de 1 mg de benzilpenicilina benzatina (BENZETACIL, WYETH)

foram administradas por via intramuscular para diminuir a secreção traqueobrônquica e como

antibiótico de amplo espectro, respectivamente.

2.2.2 Procedimentos cirúrgicos oculares

Após a escolha do olho a ser inicialmente usado, o outro foi mantido ocluído

usando fita cirúrgica. Inicialmente, foi feita uma incisão na pálpebra superior e na inferior, e

todo o tecido dessa região foi retirado, deixando o globo ocular exposto. Em seguida, a

conjuntiva foi separada da esclera ao longo de todo o globo ocular, formando uma camada de

tecido conjuntivo com cerca de 4 mm de largura. Um aro metálico foi colocado no globo

ocular do animal, logo atrás do limbo. O tecido conjuntivo foi costurado ao aro, e esse

firmemente preso ao aparelho estereotáxico através de uma haste metálica, assegurando a

imobilidade do olho.

Em seguida, a esclera foi trespassada por um suporte para eletródio (0,15 cm

de diâmetro), em cujo interior, um eletródio de registro (Subseção 2.3.3) podia ser deslocado

livremente. Esse suporte podia ser rotacionado, em relação à esclera, através de um

micromanipulador de dois eixos para permitir o acesso do eletródio a diferentes regiões

parafoveais da retina. Na ocasião da troca de eletródio, o vazamento de humor vítreo foi

diminuído pela oclusão do suporte.

Foi usada uma lente de contato não-gelatinosa e permeável aos gases

respiratórios com poder de refração necessário para que o olho do animal focalizasse um

anteparo retangular (1,10 cm × 85 cm) e localizado frontalmente à 114 cm de distância.

2.3 SISTEMA COMPUTADORIZADO PARA ESTIMULAÇÃO VISUAL E

REGISTRO UNITÁRIO

2.3.1 Hardware

Foi usado um computador PDP-11 (DIGITAL) com uma placa AD11-K

(DIGITAL) com dois módulos conversores, um conversor analógico-digital e um conversor

dígito-analógico, ambos com 12 bits de resolução para efetuar, respectivamente, a aquisição

de dados e controlar o estimulador. Um terminal VT220 (DIGITAL) foi a interface do usuário

com o computador.

2.3.2 Estimulador visual

Um sistema óptico Maxwelliano (WESTHEIMER, 1966) produziu um feixe de

luz circular (3 mm de diâmetro), proveniente da convergência de dois LEDs (Light Emitting

Diode, Diodo Emissor de Luz) em um mesmo eixo óptico. Na parte posterior do estimulador

foi adicionado um apontador laser, de modo que o laser proveniente do apontador ficasse no

mesmo eixo óptico, porém em sentido contrário ao feixe de estimulação. Vários modelos de

filtros e diafragmas podiam ser colocados entre a fonte do estímulo e o olho do animal

mudando ou a intensidade luminosa e/ou as dimensões do estímulo original. Esse estimulador

visual, montado em um tripé, podia ser posicionado livremente ao redor da pupila do animal,

mas devido a limitações mecânicas do micromanipulador do eletródio, somente puderam ser

registradas células localizadas na parafóvea, a cerca de 3 a 10 graus de distância da fóvea.

Os LEDs usados tinham uma alta pureza colorimétrica (acima de 90%) e picos

de emissão espectral diferentes. Um dos LEDs, emitia uma luz de comprimento de onda

médio (554 nm) e o outro emitia uma luz de comprimento de onda longo (638 nm). Esses

comprimentos de onda são percebidos, respectivamente, como uma cor esverdeada e

avermelhada, por uma pessoa com visão de cores normal. Portanto, nesse trabalho, esses LED

serão chamados de LED verde e vermelho. Os softwares empregados nesse estudo permitiram

controlar com alta precisão a amplitude e a fase de cada um dos dois LEDs isoladamente.

Esses valores eram enviados para a placa de conversão dígito-analógica, onde eram

convertidos em valores analógicos equivalentes e conduzidos para os respectivos LEDs.

2.3.3 Softwares

Dois softwares escritos na linguagem de programação FORTRAN foram

usados neste estudo. Ambos foram escritos pelo Professor Dr. Barry Buchanan Lee, do

Instituto Max Planck para Biofísica Química, Götingen, Alemanha, e usados no registro

eletrofisiológico de células ganglionares da retina de primatas neotropicais em estudos

anteriores (LEE et al., 1996; SILVEIRA et al., 1996, 1997, 1998, 1999, 2000, 2004; SAITO

et al., 2001, 2003, 2004, 2005; da SILVA FILHO, 2003). O primeiro software, denominado

FLASHA, consistiu de um gerador de pulsos de duração configurável, podendo ser uma

duração breve (aproximando-se de uma função impulso) ou uma duração mais longa (função

degrau). O contraste de Weber do estímulo foi programável, permitindo a geração de

estímulos cromáticos e acromáticos. O segundo, FASTER, foi usado como um gerador de

funções periódicas temporais. Esse software modulou a intensidade luminosa dos LEDs

obedecendo uma função periódica que podia ser senoidal, quadrada ou dente-de-serra, bem

como controlou, dentre outras variáveis, o contraste de cada LED, a freqüência temporal, e a

fase inicial de cada LED em relação ao início de um ciclo de estimulação. Esses softwares

também automatizaram a aquisição da resposta celular sob a forma de um PSTH

(PeriStimulus Time Histogram). Dentre os vários parâmetros para a aquisição de dados e para

a geração do histograma, os mais importantes foram: a duração de cada varredura, o número

de varreduras em cada teste, o tamanho da classe (bin) do histograma e o número de classes

por histograma. Esses parâmetros para as freqüências temporais empregadas no presente

trabalho estão apresentadas na Tabela 1 (para o FLASHA) e na Tabela 2 (para o FASTER).

Tabela 2. Parâmetros de configuração do software FLASHA para estimulação e aquisição de registro

eletrofisiológico unitário.

Duração do

pulso (ms)

Duração da

varredura (ms)

Número de

varreduras

Tamanho da

classe (ms)

Número de

classes

Tempo total

de registro (s)

400 800 20 4 200 16

Tabela 3. Parâmetros de configuração do software FASTER para estimulação e aquisição de registro

eletrofisiológico unitário. Cerca de 6 s de registro foram colhidos para cada freqüência temporal.

Freqüência

temporal (Hz)

Duração da

varredura (s)

Número de

varreduras

Tamanho da

classe (ms)

Número de

classes

Tempo total

de registro (s)

0,61 3,28 2 25,6 128 6,56

1,22 1,63 4 12,8 128 6,56

2,44 0,82 8 6,4 128 6,56

4,88 0,41 16 3,2 128 6,56

9,76 0,20 32 1,6 128 6,56

19,53 0,10 64 0,8 128 6,55

30,3 0,66 96 0,6 110 6,34

39,06

†

0,10 64 0,8 128 6,55

48,07

†

0,08 80 0,8 104 6,66

57,47

†

0,07 96 0,6 116 6,68

66,66

†

0,06 112 0,6 100 6,72

78,12

†

0,05 128 0,4 128 6,55

† - Nessas freqüências temporais, os registros foram feitos com 4 ciclos de estimulação.

Os parâmetros foram definidos de acordo com as freqüências temporais usadas

e independentes do contraste do estímulo. Cada um dos softwares controlou a placa de

estimulação e a placa de aquisição de dados para sincronizar a geração do estímulo com a

aquisição de dados, obedecendo a configuração programada. Para cada condição de teste do

FLASHA, foi obtido um histograma correspondente à resposta provocada por um único pulso,

enquanto que para o FASTER, os histogramas resultantes correspondem a cerca de 6

segundos de resposta para dois ou quatro ciclos de estimulação.

2.4 REGISTRO UNITÁRIO EXTRACELULAR DE CÉLULAS

GANGLIONARES RETINIANAS

2.4.1 Eletródio para registro unitário extracelular

A aquisição do sinal bioelétrico foi feita com eletródios de metal isolado em

vidro (MAX-PLANCK INSTITUTE), os quais consistiram de filamentos de tungstênio de

0,01 cm de diâmetro montado em tubos capilares de vidro de 0,075 cm de diâmetro externo e

0,04 cm de diâmetro interno. Esse tipo de eletródio possui uma alta impedância na sua ponta,

> 1 MΩ, e um baixo nível de ruído elétrico, sendo freqüentemente usado para registros

extracelulares.

2.4.2 Amplificação e discriminação do sinal bioelétrico

O sinal colhido pelo eletródio foi amplificado 1000 vezes em um pré-

amplificador diferencial (MAX PLANCK INSTITUTE) e 500 vezes em um amplificador

diferencial TM 503 (TEKTRONIX). O sinal passou por um discriminador de amplitude

(MAX PLANCK INSTITUTE), onde foi acrescentada uma janela de discriminação e, ambos,

o sinal e a janela, foram visualizados em um osciloscópio diferencial de duplo feixe 5113

(TEKTRONIX). O uso do discriminador de amplitude permitiu isolar os potenciais de ação

do ruído elétrico. Tanto o osciloscópio quanto o discriminador de amplitude ficaram

conectados em um sistema de áudio, possibilitando a escuta de ambos através de caixas de

som (CSR).

2.4.3 Aquisição do registro unitário

O eletródio foi visualizado em um microscópio para verificar a integridade da

sua ponta. Caso a ponta do eletródio aparentasse estar íntegra, o mesmo era colocado em seu

suporte e, com a ajuda de um micromanipulador (MAX PLANCK INSTITUTE), descido em

direção à superfície retiniana.

Numa primeira etapa, o sistema de áudio ficou “chaveado” para a escuta da

amplificação do sinal captado pelo eletródio. Através de um oftalmoscópio 11475 (WELCH

ALLYN), foi verificado se a ponta do eletródio estava próxima ou não da retina. Caso

estivesse próximo, o eletródio era descido até tocar a camada de células ganglionares,

momento em que ocasionava um ruído abrupto e característico no sistema de áudio. A

coordenada do micromanipulador era anotada e adotada como a profundidade para tocar a

superfície da retina naquela orientação; quando o eletródio era trocado, a coordenada anotada

servia como uma estimativa da proximidade do eletródio em relação à retina; quando o

suporte do eletródio era rotacionado, era encontrada uma nova coordenada.

Numa segunda etapa, a janela de discriminação foi deslocada verticalmente em

relação ao sinal bioelétrico e colocada logo acima do ruído capturado pelo eletródio, sendo o

áudio “chaveado” para o discriminador de amplitude. Usando o micromanipulador para obter

movimentos finos de descida e de subida do eletródio, tentou-se isolar os potenciais de ação

espontâneos de alguma célula ganglionar localizada nas proximidades da ponta do eletródio.

Essa etapa foi acompanhada com o áudio, pois a atividade espontânea gera um padrão sonoro

distinto daquele gerado pelo ruído de fundo multiunitário ou pelo ruído branco sem atividade

celular. Uma vez isolada a célula, foram visualizados os potenciais de ação no osciloscópio e

a janela de discriminação ajustada para otimizar o isolamento dos potenciais de ação do ruído

bioelétrico intrínseco, de modo que cada potencial de ação que fosse maior em amplitude que

a janela de discriminação fazia o discriminador de amplitude disparar um pulso TTL

(Transistor-Transistor Logic, Lógica Transistor-Transistor) para a placa de conversão

analógica-digital, a qual digitalizava esse evento para ser armazenado no PDP-11.

Um foco luminoso (MAX PLANCK INSTITUTE) foi usado para identificar a

posição do campo receptivo da célula ganglionar no anteparo situado à frente do animal. A

mudança sonora na freqüência de disparos de potenciais de ação foi usada para localizar o

campo receptivo da célula. Os limites espaciais do campo receptivo foram então delimitados

em uma folha de papel previamente fixada no anteparo. Na maioria das células, usando o foco

luminoso em diferentes configurações de luminância ou de cor, foi possível classificar

antecipadamente o tipo celular como sendo fásico ou tônico a partir da taxa de disparos de

potenciais de ação. O estimulador foi posicionado para que o estímulo incidisse na célula

ganglionar isolada. Para tanto, procurou-se sobrepor o laser com o centro do campo receptivo,

delimitado como descrito acima. Então foi feita a estimulação da célula para cada paradigma

(ver abaixo). Ao término da bateria de paradigmas, procurava-se uma outra célula.

Foi verificado regularmente se o olho continuava adequado para o registro

extracelular. Quando os vasos retinianos de menor calibre começavam a desaparecer na

observação oftalmoscópica, o que ocorria por volta do terceiro dia, o outro olho era usado. Ao

término do experimento, o animal era sacrificado com uma dose mortal intravenosa de

barbitúrico, 150 mg/kg de peso corporal (TIONEMBUTAL, ABBOTT).

2.5 ESTIMULAÇÃO VISUAL E ANÁLISE DOS REGISTROS UNITÁRIOS

Os LEDs verde e vermelho foram pareados quanto às suas iluminâncias

relativas através de um procedimento psicofísico de fotometria com flicker heterocromático,

feita por um sujeito cuja função de luminosidade fotópica, V

, se aproximava daquela de um

observador padrão para um campo de 2

(JUDD, 1951). Nessa condição de eqüiluminância,

um estímulo composto por ambas as luzes tinha uma cromaticidade média de

aproximadamente 595 nm e uma iluminância retiniana (WESTHEIMER, 1966) de 2000 Td

em seres humanos. Como o globo ocular dos primatas usados nesse estudo é menor que o de

um humano adulto foi calculado que a iluminância retiniana do estímulo era

aproximadamente duas vezes maior no Cebus (SILVEIRA et al., 1989; LEE et al., 2000).

Esse parâmetro não foi calculado para o Alouatta ou o Aotus. Por conveniência, nesse estudo,

será adotado o valor da iluminação retiniana do estímulo para humanos. O tamanho do

estímulo não foi alterado durante os experimentos.

2.5.1 Transferência dos arquivos do PDP-11

Para cada célula registrada, cada um dos protocolos de estimulação aplicados

originou um arquivo binário contendo todos os histogramas obtidos nas várias condições de

teste. Esses arquivos, armazenados no PDP-11, foram convertidos em arquivos no formato

ASCII (American Standard Code for Information Interchange, Código Padrão Norte-

Americano para Intercâmbio de Informações). Conectou-se então o terminal VT220, do PDP-

11, a um microcomputador IBM-PC compatível através de um cabo paralelo bi-direcional. O

microcomputador emulou o terminal VT220 usando o software Telix (DELTACOMM) e

comandou o PDP-11 para transferir os arquivos ASCII através do cabo paralelo. A

transferência foi feita sob a forma de um único arquivo ASCII formado pela união de todos os

arquivos ASCII componentes. Ao término da transferência, esse arquivo composto foi

processado por um software para recuperar os arquivos componentes. No caso dos registros

obtidos com o FASTER, cada histograma foi recalculado off-line para representar a resposta

em dois ciclos de estimulação quando necessário (Tabela 2). Então, os valores de amplitude e

de fase do primeiro harmônico dos histogramas foram extraídos através de um software que

aplicou um algoritmo de DFT (Discrete Fourier Transform) ou de FFT (Fast Fourier

Transform, Transformada Rápida de Fourier) (COOLEY & TUKEY, 1965). Todos os

softwares envolvidos nessa etapa foram localmente desenvolvidos em C++ com o compilador

Borland C++ v 4,0 (BORLAND).

Os modelos matemáticos empregados para interpolar as respostas das células

ganglionares foram ajustados usando o procedimento de otimização Microsoft Excel Solver

(MICROSOFT CORPORATION). As rotinas foram programadas em Microsofot Visual

Basic v 6.3 na planilha de cálculo Microsoft Excel 2002 (MICROSOFT CORPORATION).

2.5.2 Pulso de luminância e de cor

O pulso de luminância consistiu na modulação dos LEDs em fase, por pulsos

retangulares de 400 ms de duração em diferentes contrastes de luminância (Figura 1). Os

contrastes empregados foram definidos a partir da equação do contraste de Weber (C

100

ref

⋅













−

(1)

onde L é a luminância do pulso em uma dada condição e L

ref

é a luminância do estímulo na

ausência dos pulsos. No início, os pulsos foram incrementais com quatro contrastes de

luminância, positivos, de Weber: 12,5%, 25%, 50% e 100% (Figura 1A-D). Em seguida o

estímulo consistiu de quatro pulsos de decremento de luminância com -12,5%, -25%, -50% e

-100% de contraste de Weber (Figura 1E-H).

INCREMENTO DE LUMINÂNCIA

DECREMENTO DE LUMINÂNCIA

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=-12,5%

=-25%

=-50%

=-100%

Figura 1. Estimulação por pulsos de luminância. O eixo das ordenadas é a luminância dos LEDs, em

valores relativos entre -100% e 100%, e o das abscissas é tempo em milissegundos. A linha verde

tracejada e a vermelha cheia representam, respectivamente, a variação temporal de luminância do LED

verde e do vermelho em cada condição. O contraste de Weber (C) do estímulo, em percentagem, está

discriminado no topo de cada gráfico. Duração do pulso: 400 ms.

Por outro lado, o pulso de cor, ou cromático, consistiu na modulação em fase

dos LEDs verde e vermelho por pulsos retangulares mas com polaridades opostas entre si

quanto à variação de luminância (Figura 2). Os contrastes empregados foram definidos a

partir da Equação 1 mas, diferentemente do protocolo anterior, a luminância do estímulo não

sofreu nenhuma variação. No início, os pulsos cromáticos apresentaram contrastes crescentes

em direção ao vermelho, com incrementos do LED vermelho acompanhados por decrementos

simétricos do LED verde (Figura 1A-D); em seguida, os pulsos cromáticos apresentaram

contrastes crescentes em direção ao verde, com incrementos do LED verde acompanhados por

decrementos simétricos do LED vermelho (Figura 1E-F). Então, na situação em que o LED

verde aumentava o seu contraste de luminância de Weber em 25%, o LED vermelho diminuía

o seu contraste de luminância de Weber em 25% de modo concomitante (Figura 2F). Os

pulsos duraram 400 ms cada. Em ambas as direções de cor, quatro contrastes cromáticos de

Weber foram empregados: 12,5%, 25%, 50% e 100%.

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERMELHO

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERDE

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=12,5%

=25%

=50%

=100%

Figura 2. Estimulação por pulsos de cor. O eixo das ordenadas é a luminância dos LEDs, em valores

relativos entre -100% e 100%, e o das abscissas é tempo em milissegundos. A linha verde tracejada e a

vermelha cheia representam, respectivamente, a variação temporal de luminância do LED verde e

vermelho em cada condição. O contraste de Weber (C) do estímulo, em percentagem, está

discriminado no topo de cada gráfico. Duração do pulso: 400 ms.

Quando possível, a célula ganglionar foi classificada como fásica ou tônica a

partir de sua resposta para os pulsos de luminância e de cor. Como regra geral, foi adotado

que as células ganglionares classificadas fisiologicamente como fásicas apresentam uma alta

porém transiente responsividade em todos os contrastes de luminância, e uma baixa ou

nenhuma responsividade aos contrastes de cor. Por outro lado, as células ganglionares tônicas

são menos responsivas aos contrastes de luminância porém apresentam uma resposta mais

sustentada que a célula fásica; além disso, essas células possuem uma responsividade tônica e

vigorosa aos estímulos cromáticos em antropóides tricromatas.

2.5.3 Função de Transferência de Modulação Temporal (FTMT) de luminância

ou de cor

O protocolo para encontrar a FTMT de luminância consistiu na variação

temporal da intensidade luminosa dos LEDs verde e vermelho em fase modulada por uma

função senoidal. Em cada uma das 12 freqüências temporais empregadas nesse protocolo

(0,61; 1,22; 2,44; 4,88; 9,76; 19,53; 30,3; 39,06; 48,07; 57,47; 66,66; 78,12 Hz), foram

testados 11 contrastes de Michelson diferentes, dispostos espaçadamente em uma escala

logarítmica (3,13; 4,42; 6,25; 8,84; 12,5; 17,68; 25; 35,36; 50; 70,71; 100%). O contraste de

Michelson, C

, é definido como:

100

minmax

⋅













−

(2)

onde L

max

é a luminância máxima e L

min

, a luminância mínima do estímulo. A Figura 3 mostra

a variação de contraste de Michelson para uma dada freqüência temporal.

FUNÇÃO DE TRANSFERÊNCIA DE MODULAÇÃO TEMPORAL DE LUMINÂNCIA

=3,1%,

=3,1%

=4,3%,

=4,3%

=6,3%,

=6,3%

=9,4%,

=9,4%

=12,5%,

=12,5%

=18,9%,

=18,9%

=25%,

=25%

=37,6%,

=37,6%

=50%,

=50%

=70,3%,

=70,3%

=100%,

=100%

Figura 3. Estimulação por oscilações de luminância. O eixo das ordenadas é a luminância dos LEDs

em escala relativa e o eixo das abscissas é tempo, em milissegundos, cujo valor absoluto depende da

freqüência temporal empregada. A linha verde tracejada e a linha vermelha cheia representam,

respectivamente, a variação temporal de luminância da luz verde e da luz vermelha em cada condição.

= Contraste de Michelson do LED verde; R

= Contraste de Michelson do LED vermelho.

Por outro lado, o protocolo para encontrar a FTMT cromática consistiu na

variação temporal de intensidade luminosa dos LEDs modulada por uma função senoidal,

porém com a modulação do LED verde em oposição de fase à do LED vermelho. De modo

semelhante à FTMT de luminância, foram testadas 12 freqüências temporais (0,61; 1,22; 2,44;

4,88; 9,76; 19,53; 30,3; 39,06; 48,07; 57,47; 66,66; 78,12 Hz) e em cada uma dessas

freqüências temporais foram testadas 11 contrastes de Michelson diferentes (3,13; 4,42; 6,25;

8,84; 12,5; 17,68; 25; 35,36; 50; 70,71; 100%) (Figura 4). Nesse caso, como os LEDs verde e

vermelho foram modulados com a mesma luminância, porém em oposição de fase, o contraste

de Michelson foi quantificado pela Equação 2 para um dado LED e significa o contraste

temporal de cor em relação à cromaticidade média do estímulo.

FUNÇÃO DE TRANSFERÊNCIA DE MODULAÇÃO TEMPORAL DE COR

=3,1%,

=3,1%

=4,3%,

=4,3%

=6,3%,

=6,3%

=9,4%,

=9,4%

=12,5%,

=12,5%

=18,9%,

=18,9%

=25%,

=25%

=37,6%,

=37,6%

=50%,

=50%

=70,3%,

=70,3%

=100%,

=100%

Figura 4. Estimulação por oscilações de cor. O eixo das ordenadas é a luminância dos LEDs em

escala relativa e o eixo das abscissas é tempo, em milissegundos, cujo valor absoluto depende da

freqüência temporal empregada. A linha verde tracejada e a linha vermelha cheia representam,

respectivamente, a variação temporal de luminância da luz verde e da luz vermelha em cada condição.

= Contraste de Michelson do LED verde; R

= Contraste de Michelson do LED vermelho.

A partir da amplitude da resposta em função do contraste de Michelson de

luminância ou de cor foi medida a sensibilidade temporal da célula para cada uma das 12

freqüências temporais testadas. No presente trabalho, a sensibilidade da célula foi expressa

em valores de ganho de contraste (BENARDETE et al., 1982). Essa abordagem foi

originalmente usada para estudar respostas eletrofisiológicas na retina de peixe (NAKA &

RUSTHON, 1966). Para tanto, a equação de Michaelis-Menten foi ajustada aos valores da

resposta, sendo sua forma algébrica:

)(

2)(

max

⋅

=− ,

(3)

onde r é a resposta, em impulsos por segundo (imp/s) e diminuída da atividade espontânea

predita para a célula (2 imp/s), no contraste c (em %), R

max

é a resposta máxima (em imp/s) na

freqüência estudada e c

é o contraste (em %) necessário para provocar a metade da resposta

máxima. Foram obtidos os parâmetros livres R

max

e c

que melhor ajustaram a equação acima

aos valores obtidos para a resposta celular registrada em cada uma das 12 freqüências

temporais testadas. Com esses valores, efetuou-se:

( )

max

fG =

(4)

onde G é o ganho de contraste da célula (imp/s·%). O ganho de contraste da célula em função

das 12 freqüências temporais testadas, f, corresponde a FTMT de luminância ou de cor de

acordo com o estímulo empregado. Nesse trabalho, não foi estudada a Função de

Transferência Óptica Temporal das células ganglionares e, portanto, não é apresentada a

Função de Transferência de Fase Temporal.

2.5.4 Função de sensibilidade espectral dos fotorreceptores

A análise das respostas para os protocolos de fotometria com flicker

heterocromático e de fase usou modelos matemáticos que levam em consideração a

sensibilidade espectral dos fotorreceptores a qual, por sua vez, foi encontrada para cada

fotorreceptor a partir da equação proposta por Trevor D. Lamb (LAMB, 1995).

A função de sensibilidade espectral normalizada de um fotorreceptor foi

encontrada a partir de:

max

maxmaxmax

100

)(

⋅













+++













−⋅













−⋅













−⋅

Deee

CcBbAa

= 390, ..., 700,

(5)

onde R(

) é a sensibilidade espectral do fotorreceptor,

é o comprimento de onda (nm), λ

max

é o pico de sensibilidade espectral do fotorreceptor (nm). Foram adotados os seguintes valores

para os parâmetros livres da equação: a = 70; A = 0,88; b = 28,5; B = 0,924; c = -14,1; C =

1,104 e D = 0,665 (Lamb, 1995).

Como as células registradas eram localizadas na região parafoveal, não houve a

necessidade de corrigir essas funções para a absorção do estímulo pelo pigmento macular,

cuja presença muda a sensibilidade espectral dos fotorreceptores na fóvea (BONE et al.,

1992). Porém, os fotorreceptores parafoveais são mais curtos, com tamanho médio do

segmento externo 22 µm em média e, por conseguinte, possuem uma menor densidade óptica

do que os fotorreceptores foveais, os quais têm tamanho médio do segmento externo de 35

µm. Devido à diminuição da concentração do fotopigmento, é esperado um estreitamento da

banda de sensibilidade dos fotorreceptores parafoveais no domínio dos comprimentos de

onda. Esse efeito é chamado de self-screening (BURNS & ELSNER, 1985), o qual pode ser

compensado usando a seguinte equação:

( )

100

101

)(

100

⋅













−













⋅−

opt

= 390, ..., 700,

(6)

onde S(

) é a função de sensibilidade espectral do fotorreceptor corrigida para o self-

screening, D

opt

é a densidade óptica do fotopigmento e R(

) é a função de sensibilidade

espectral do fotorreceptor obtida a partir da Fórmula 5. No presente trabalho, foi adotada uma

densidade óptica média para os fotorreceptores de 0,27 a partir da excentricidade média de

6,5º das células ganglionares retinianas parafoveais registradas (ELSNER et al., 1993).

A Figura 5 mostra as funções de sensibilidade espectral para os fotorreceptores

de Alouatta caraja, Cebus apella e Aotus infulatus corrigidas para self-screening. Os valores

dos picos de absorção espectral de cada classe de fotorreceptor desses antropóides foram

obtidos a partir de dados disponíveis na literatura (Tabela 3). O bastonete é comum a todos

esses primatas e possui um λ

max

de aproximadamente 500 nm. O cone S, ausente no Aotus,

possui um λ

max

de aproximadamente 440 nm (Figuras 5A e 5C). Um estudo

eletrorretinográfico no Alouatta caraya encontrou dois tipos de cones sensíveis a intervalo de

comprimentos de onda médios e longos (Figura 5A) (JACOBS et al., 1996a). A Figura 5B

mostra, para o Cebus apella, os três tipos de cones sensíveis aos comprimentos de onda

médios e longos (M, M/L e L), que um primata desse gênero pode ter (MOLLON et al., 1984;

JACOBS & NEITZ, 1987; LEE et al., 2000). O Aotus possui um único tipo de cone,

responsivo à região de comprimentos de onda médios e longos do espectro visível, cujo pico

de absorção espectral é de aproximadamente 543 nm (JACOBS et al., 1993; JACOBS et al.,

1996b) (Figura 5C). A partir dessas funções, foi calculada a sensibilidade de cada

fotorreceptor para os LEDs empregados nesse trabalho (Tabela 3; Figura 5, linhas verticais

tracejadas).

Tabela 4. Sensibilidade espectral dos fotorreceptores para os LEDs usados nesse estudo. Valores

normalizados e corrigidos para o self-screening.

Pico de emissão

espectral do LED (nm)

max

= 554

max

= 638

Platirríneo Fotorreceptor Pico de absorção espectral do

fotorreceptor,

λλ

max

(nm)

Sensibilidade do

fotorreceptor

Alouatta

Cebus

Cone S 433ª 12,9 0

Alouatta

Cebus

Aotus

Bastonete 500

48,43 0,2

Cone M 530

92,0 3,6

Alouatta

Cone L 562

97,8 28,7

Cone M 535

95,7 5,4

Cone M/L 550

100 11,9 Cebus

Cone L 563

97,4 30,0

Aotus Cone M/L 543

99,3 9,79

Hunt et al., 2005. O Aotus não possui cones S na retina (JACOBS et al., 1993).

Hunt et al., 2005.

Resultados a partir de seqüenciamento de DNA (JACOBS et al., 1996a).

Resultados eletrorretinográficos (JACOBS & NEITZ, 1987).

Resultados a partir de seqüenciamento de DNA (JACOBS et al., 1993).

FUNÇÃO DE SENSIBILIDADE ESPECTRAL

DOS FOTORRECEPTORES

Cebus apella

0,1

100

350 450 550 650 750

Comprimento de onda (nm)

Sensibilidade espectral (%)

440 nm 535 nm 548 nm 563 nm Bastonete

Aotus infulatus

0,1

100

350 450 550 650 750

Comprimento de onda (nm)

Sensibilidade espectral (%)

543 nm Bastonete

Alouatta caraya

0,1

100

350 450 550 650 750

Comprimento de onda (nm)

Sensibilidade espectral (%)

440 nm 530 nm 562 nm Bastonete

Figura 5. Funções de sensibilidade espectral dos fotorreceptores do Alouatta caraya, Cebus apella e

Aotus infulatus encontradas a partir da Equação de Lamb (1995) (Equação 5) e corrigidas para self-

screening (Equação 6). Linhas verticais tracejadas verde e vermelha, representam o pico de emissão

espectral do LED verde (

max

= 554) e vermelho (

max

= 638), respectivamente.

A partir de estudos anteriores, foram adotados os seguintes critérios sobre a

contribuição dos diferentes tipos de fotorreceptores para as respostas das células M e P nesses

antropóides no modelamento matemático da fisiologia dessas células:

i) Os bastonetes podem contribuir para as células M e P do Alouatta somente sob

baixas condições de iluminação retiniana, a partir do observado em estudos em

Macaca (LEE et al., 1997);

ii) Os cones S não contribuem para as respostas das células ganglionares M e P (SUN

et al., 2006);

iii) Para Cebus dicromata e Aotus, a contribuição dos bastonetes é ainda desconhecida,

apesar de resultados preliminares mostrarem que ela é significativa tanto para

células M quanto P até mesmo sob altos níveis de iluminação retiniana (Cebus

dicromata: LEE et al., 2000; SAITO et al., 2001, 2003; Aotus: da SILVA FILHO

et al., 2000; SILVEIRA et al., 2000, 2001a, 2004a);

iv) Por sua vez, os cones M e L, quando presentes na retina do antropóide, como

parece ser o caso de Alouatta, contribuem conjuntamente tanto para o centro

quanto para a periferia do campo receptivo da célula M, porém com uma

polaridade oposta (antagonismo centro-periferia) (da SILVA FILHO et al., 2003;

SAITO et al., 2004a, b, 2005a, b, c);

v) Para antropóides dicromatas e monocromatas, como Cebus e Aotus,

respectivamente, não é esperada a supracitada contribuição conjunta das respostas

de dois fotorreceptores M e L devido à presença de somente um tipo de

fotorreceptor M/L na retina. Porém a resposta desse fotorreceptor existente

converge de modo antagônico para o centro e para a periferia do campo receptivo

das células ganglionares M (Cebus dicromata: LEE et al., 2000; SAITO et al.,

2001, 2003; Aotus: da SILVA FILHO et al., 2000, SILVEIRA et al., 2000, 2001a,

2004a);

vi) Estudos anteriores (da SILVA FILHO et al., 2003; SAITO et al., 2004a, b, 2005a,

b, c) sugerem que as células P do Alouatta apresentam uma contribuição seletiva

dos fotorreceptores M e L de modo que a oponência de cores esteja presente em

seu campo receptivo. Por exemplo, se o fotorreceptor L contribui de modo

excitatório para o centro do campo receptivo, o fotorreceptor M contribui de modo

inibitório para a periferia do campo receptivo e vice-e-versa;

vii)

As células P dos antropóides dicromatas e monocromatas não devem apresentar a

oponência cromática supracitada e devem ser versões cegas para cores das células

P dos tricromatas (Cebus dicromata: LEE et al., 2000; SAITO et al., 2001, 2003;

Aotus: da SILVA FILHO, 2000; SILVEIRA et al., 2000, 2001a, 2004a).

2.5.5 Fotometria com flicker heterocromático

Esse protocolo consistiu na modulação senoidal dos LEDs em oposição de fase

com uma mudança gradativa e pré-determinada na proporção entre seus contrastes (LEE et

al., 2000). A proporção foi definida como sendo R

, onde R

era o contraste de Michelson

do LED vermelho e G

o do LED verde. O contraste de cada LED foi quantificado pela

Equação 2. Cada uma das 19 proporções usadas (Figura 6) foram moduladas em 4 freqüências

temporais diferentes: 4,88 Hz, 9,76 Hz, 19,53 Hz e 39,06 Hz.

No início, o estímulo foi formado principalmente pelo LED verde com um

contraste de 100%, enquanto o LED vermelho, em oposição de fase, tinha um contraste de

10%. Nessa proporção (R

= 0,1), o estímulo apresentava um contraste de luminância

máximo entre os LEDs e um contraste de cor mínimo entre os LEDs (Figura 6A).

Nas condições seguintes, o contraste do LED verde ficou constante, enquanto o

contraste do LED vermelho foi incrementado em passos discretos de 10%, até o seu contraste

alcançar o contraste do LED verde (Figura 6J). Nessa proporção (R

= 1), o contraste de

luminância entre os LEDs era mínimo e o de cor era máximo. Em seguida, o contraste do

LED vermelho foi mantido constante e o contraste do LED verde foi diminuído

gradativamente, em passos discretos de 10%, até alcançar o valor de 10% (Figura 6S), na

última proporção (R

= 10).

FOTOMETRIA COM

FLICKER

HETEROCROMÁTICO

= 0,1

= 0,2

= 0,3

= 0,4

= 0,5

= 0,6

= 0,7

= 0,8

= 0,9

= 1

= 1,11

= 1,25

= 1,43

= 1,67

= 2

= 2,5

= 3,33

= 5

= 10

Figura 6. Estimulação pela fotometria com flicker heterocromático. Consistiu na modulação senoidal

dos dois LEDs em oposição de fase e variando a proporção de luminância dos LEDs. As diferentes

condições de estimulação estão ordenadas em ordem alfabética e dispostas como elas foram

apresentadas durante o teste. O eixo das ordenadas é o contraste de Michelson dos LEDs e o das

abscissas é o tempo para dois ciclos de estimulação. A linha verde tracejada e a linha vermelha cheia

representam, respectivamente, o perfil de luminância do LED verde e do vermelho em cada condição.

A razão entre os contrastes dos LEDs está mostrada no topo de cada gráfico, onde G

é o contraste de

Michelson do LED verde e R

é o contraste de Michelson do LED vermelho.

Para a análise das respostas obtidas nesse protocolo, inicialmente foi modelado

como cada fotorreceptor, isoladamente, responderia para o estímulo usado. Para tanto, foi

adotado o seguinte modelo matemático para estimar a resposta esperada de cada um dos

fotorreceptores para cada uma das 19 condições de estimulação (proporção entre os contrastes

dos LEDs):

(

)

(

)

1000

638554

⋅













⋅−⋅

RSGS

(7)

onde r é a resposta esperada normalizada do fotorreceptor (imp / s) em uma dada proporção,

554

é a sensibilidade do fotorreceptor ao LED verde, G

é o contraste do LED verde, S

638

é a

sensibilidade do fotorreceptor ao LED vermelho, R

é o contraste do LED vermelho e S

é o

valor máximo da sensibilidade do fotorreceptor para os LED verde e vermelho (o valor

máximo entre S

554

e S

638

) e que, portanto, depende de qual fotorreceptor está sendo modelado

(Tabela 3) (LEE et al., 2000). A Figura 7 mostra as respostas esperadas para os

fotorreceptores do Alouatta caraya, Cebus apella e Aotus infulatus. Cada fotorreceptor possui

um mínimo de amplitude, característico e encontrado em uma determinada proporção entre os

LEDs. Nessa proporção, a amplitude da resposta do fotorreceptor é próxima de zero,

indicando que o mesmo não consegue responder à oscilação temporal do estímulo. Por

exemplo, para o Alouatta, o cone L (562 nm) é silenciado em uma condição onde a proporção

do LED verde é maior do que o do vermelho, já que o fotopigmento L é mais sensível ao LED

vermelho (Figura 7C).

No presente estudo, foi adotado que as respostas dos fotorreceptores

contribuem linearmente para a resposta eletrofisiológica. As respostas esperadas dos

fotorreceptores foram usados para modelar a resposta eletrofisiológica da seguinte forma:

inicialmente, para uma dada freqüência temporal, a amplitude e a fase do primeiro harmônico

da resposta foram colocadas no plano complexo usando as seguintes fórmulas:













⋅⋅=

180

cos

(8)













⋅⋅=

180

sen

(9)

onde R

e R

é a coordenada da resposta no plano complexo, R

é a amplitude da resposta

(imp/s) e R

é a fase da resposta em graus. Os valores de R

e R

foram obtidas em cada uma

das condições de estimulação.

RESPOSTA ESPERADA DOS FOTORRECEPTORES PARA A

FOTOMETRIA COM

FLICKER

HETEROCROMÁTICO

Aotus infulatus

0,2

0,4

0,6

0,8

0,1 1 10

Resposta relativa

Bastonete 543 nm

Cebus apella

0,2

0,4

0,6

0,8

0,1 1 10

Resposta relativa

Bastonete 535 nm 548 nm 563 nm

Alouatta caraya

0,2

0,4

0,6

0,8

0,1 1 10

Resposta relativa

530 nm 562 nm

Figura 7. Resposta relativa esperada dos fotorreceptores de Alouatta caraya, Cebus apella e Aotus

infulatus para as condições do protocolo de fotometria com flicker heterocromático. R

é o contraste

do LED vermelho. G

é o contraste do LED verde.

A resposta eletrofisiológica foi interpolada no plano complexo usando um

modelo matemático assumindo que a resposta da célula ganglionar deva-se a uma somação

vetorial das respostas de dois fotorreceptores, f e g, em cada condição de estimulação. O

modelo é descrito pela seguinte equação:

























⋅⋅⋅+

























⋅⋅⋅=

180

cos

180

cos

θθ

ffM

rarax

(10)

























⋅⋅⋅+

























⋅⋅⋅=

180

sen

180

sen

θθ

ffM

raray

(11)

onde M

e M

é a coordenada complexa do modelo para uma dada condição, f

e g

são as

respostas esperadas para os fotorreceptores a serem ajustados à resposta celular e obtidas a

partir da Equação 7. Os parâmetros livres f

e f

, são a amplitude e a fase da resposta para o

primeiro fotorreceptor; e g

e g

são a amplitude e a fase da resposta para o segundo

fotorreceptor. Esses parâmetros foram ajustados para minimizar o erro entre a resposta e o

modelo.

Os valores de M

e M

ajustados foram convertidos de volta para valores de

amplitude e fase através das seguintes equações:

yxa

MMM += ,

(12)

























arctan

(13)

onde M

e M

são, respectivamente, a amplitude (imp/s) e a fase (graus) do modelo ajustado.

A constante

é a correção de fase que foi aplicada em casos em que o ângulo retornado teve

valores acima de 360

ou abaixo de -360

A contribuição ou peso relativo (W) de cada um dos fotorreceptores para a

resposta foi quantificada a partir da seguinte equação:

( )

= ,

(14)

onde f

e g

, são, respectivamente, a resposta do fotorreceptor f e a resposta do fotorreceptor g.

W é um valor adimensional entre 0 e 1: quanto mais próximo de 1, maior foi a contribuição do

fotorreceptor f para a resposta; quanto mais próximo de 0, a resposta recebeu uma

contribuição maior do fotorreceptor g (LEE et al., 2000).

2.5.6 Protocolo de fase

Esse estímulo foi originalmente usado em experimentos psicofísicos

(LINDSEY et al., 1986) para estudar a percepção da diferença de fase relativa de um estímulo

e, posteriormente, adaptado para registro extracelular (SMITH et al., 1992; LEE et al., 2000).

Consistiu na modulação senoidal dos LEDs com uma mudança gradativa na diferença da fase

relativa destas luzes. Não houve diferença de contraste entre os LEDs. Foram 16 condições de

estimulação diferentes para cada uma das 6 freqüências temporais possíveis: 1,22 Hz, 2,44

Hz, 4,88 Hz, 9,76 Hz, 19,53 Hz e 39,06 Hz (Figura 8). O contraste de Michelson (Fórmula 2)

foi geralmente mantido em 100%, exceto se a célula apresentasse saturação de amplitude.

Nesse caso, o contraste era diminuído para 50% ou menos. Para todas as condições, a fase do

LED vermelho (R

) foi mantida constante, enquanto houve um aumento gradativo da fase do

LED verde (G

) em passos discretos de 22,5

. Inicialmente o estímulo consistiu dos LEDs em

oposição de fase. Nessa condição, o estímulo apresentou entre os LEDs um contraste de

luminância mínimo e um de cor máximo (Figura 8A). Em seguida, a fase do LED verde foi

monotonicamente adiantada de 22,5

, aumentando a diferença da fase relativa entre os LEDs.

Na nona condição (Figura 8I), o estímulo apresentou um contraste de luminância máximo e de

cor mínimo entre os LEDs, pois a diferença de fase relativa foi de 0

. Na ultima condição a

diferença de fase entre os LEDs foi de 167,5

(Figura 8P).

PROTOCOLO DE FASE

θθ

-G

θθ

=22,5

θθ

=45

θθ

=67,5

θθ

=90

θθ

=112,5

θθ

=145

θθ

=167,5

θθ

=-180

θθ

=-167,5

θθ

=-145

θθ

=-112,5

θθ

=-90

θθ

=-67,5

θθ

=-45

θθ

=-22,5

Figura 8. Estimulação pelo protocolo de fase. Consistiu na modulação senoidal dos LEDs,

eqüiluminantes, variando a fase do LED verde, enquanto que a fase do LED vermelho foi mantida

constante. As diferentes condições de estimulação estão numeradas em ordem alfabética e organizadas

como elas foram apresentadas. O eixo das ordenadas representa o contraste de Michelson do estímulo

e o das abscissas o tempo para dois ciclos de estimulação. A linha verde tracejada e a linha vermelha

cheia representam, respectivamente, o perfil de luminância do LED verde e do LED vermelho em cada

condição. A diferença da fase relativa do LED vermelho, R

, menos a fase relativa do LED verde, G

em graus, está mostrada no topo de cada gráfico. O contraste de Michelson representado é de 100%.

De modo semelhante ao procedimento descrito anteriormente para a fotometria

com flicker heterocromático, foram estimadas a amplitude e a fase da resposta de cada

fotorreceptor ao protocolo, através das seguintes equações:













⋅

−

⋅⋅⋅++=

180

cos2

638554

638

554

θθ

SSSSa

, (15)

























⋅

−

⋅+













⋅

−

⋅

180

cos

180

sen

arctan

554638

554

θθ

(16)

onde a é a amplitude (normalizada) e

é a fase da resposta esperada do fotorreceptor (graus);

554

é a sensibilidade do fotorreceptor ao LED verde, S

638

é a sensibilidade do fotorreceptor ao

LED vermelho, G

é a fase do LED verde e R

, a do LED vermelho (LEE et al., 2000). Em

cada uma das 16 condições de estimulação do protocolo de fase, foram calculados os valores

de amplitude e de fase para cada um dos fotorreceptores. A Figura 9 mostra a resposta

esperada dos fotorreceptores de Alouatta caraya, Cebus apella e Aotus infulatus obtidas a

partir das equações acima. De acordo com o pico de absorção de cada fotorreceptor, a

amplitude e a fase da resposta esperada mudam em função da diferença de fase entre os

LEDs. Então, no Alouatta, ambos os cones M e L apresentam uma amplitude máxima de

resposta quando os dois LEDs estão em fase (Figura 9E). Por outro lado, o cone L apresenta a

fase da resposta mais horizontal, pois a fase do LED vermelho, para o qual ele é mais sensível

(Tabela 3), é mantida constante nesse protocolo, enquanto que o cone M apresenta uma fase

da resposta mais diagonal, acompanhando a diferença linear de fase do LED verde em relação

ao vermelho nas diferentes condições de estimulação. Também de modo semelhante ao

protocolo anterior, para estudar a contribuição dos fotorreceptores para a resposta

eletrofisiológica, a amplitude (R

) e a fase (R

) do primeiro harmônico dos histogramas foram

extraídos e posteriormente convertidos para o plano complexo (R

, R

) usando as Equações 8

e 9. Os valores de R

e R

foram obtidos em cada uma das condições de estimulação. Foi

usado um modelo matemático para interpolar os dados convertidos no sistema de coordenadas

complexas. Esse modelo considera a resposta da célula ganglionar como sendo o resultado de

uma soma vetorial das respostas dos fotorreceptores f e g aos LEDs verde e vermelho:

( )













⋅

⋅⋅−⋅+













⋅

⋅⋅⋅= π

180

cos1π

180

cos

gWk

fWkM

θθ

(17)

( )













⋅

⋅⋅−⋅+













⋅

⋅⋅⋅= π

180

sen1π

180

sen

gWk

fWkM

θθ

(18)

onde M

e M

é a coordenada do modelo no plano complexo, f

é a amplitude e f

é a fase da

resposta do fotorreceptor f, g

é a amplitude e g

é a fase da resposta do fotorreceptor g

(Equações 15 e 16). Nesse modelo para o protocolo de fase existem 4 parâmetros livres: k que

é um fator escalar para a amplitude, W que é razão de contribuição entre os fotorreceptores f e

, que são a fase de ativação do centro e da periferia do campo receptivo,

respectivamente. Com esses parâmetros, M

e M

foram convertidos em amplitude e fase para

cada condição de estimulação com as Equações 12 e 13. A razão W, encontrada a partir de um

das Fórmulas 17 ou 18, é um valor adimensional entre 0 e 1; quanto mais próximo de 0, mais

a resposta eletrofisiológica foi determinada pela sensibilidade do fotorreceptor g; se for

próximo de 1, a resposta foi mais dominada pelo fotorreceptor f.

PARA O PROTOCOLO DE FASE

RESPOSTA ESPERADA DOS FOTORRECEPTORES

Aotus infulatus

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase relativa

Bastonete 543 nm

Aotus infulatus

0,2

0,4

0,6

0,8

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude relativa

Bastonete 543 nm

Cebus apella

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase relativa

Bastonete 535 nm 548 nm 563 nm

Cebus apella

0,2

0,4

0,6

0,8

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude relativa

Bastonete 535 nm 548 nm 563 nm

Alouatta caraya

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase relativa

530 nm 562 nm

Alouatta caraya

0,2

0,4

0,6

0,8

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude relativa

530 nm 562 nm

Figura 9. Amplitude e fase da resposta esperada dos fotorreceptores do Alouatta caraya, Cebus apella

e Aotus infulatus para o protocolo de fase. G

é a fase do LED verde e R

é a fase do LED vermelho.

RESULTADOS

Foram registradas as células ganglionares de sete dos nove primatas destinados

a este estudo. Dois animais, um Alouatta macho e um Cebus macho, não foram estudados

após confirmação de que a ótica de seus olhos estava comprometida, fato que inviabiliza o

experimento. Para os outros animais, o experimento teve uma duração variável, mínimo de 1 e

máximo de 3 dias.

A retina esquerda de cada animal foi a inicialmente usada em todos os

experimentos e, em dois primatas, um Cebus e um Aotus, as células ganglionares retinianas

do olho direito também puderam ser registradas. Nesses dois últimos casos, após um a dois

dias de experimentos, os animais mostravam parâmetros fisiológicos dentro dos padrões de

normalidade adotados para esse estudo, estáveis o suficiente para a realização do experimento

no olho direito. Como esperado, não encontramos diferenças nas propriedades fisiológicas das

células ganglionares registradas entre os olhos direito e esquerdo, para indivíduos de uma

mesma espécie. Portanto, esses resultados foram agrupados.

As células registradas nesse estudo totalizaram 36 células ganglionares de

Alouatta, 41 células ganglionares de Cebus e 38 células ganglionares de Aotus. Para o

Alouatta, foram analisados os registros de 20 células (55,55% do total de células registradas).

As respostas de 27 células (65,85% das células registradas) foram analisadas para o Cebus.

Por fim, para o Aotus, 33 células (86,8% das células registradas) tiveram suas respostas

analisadas.

Algumas células registradas não tiveram suas respostas analisadas pelas

seguintes razões: perda da resposta celular durante as séries de registro; captura da resposta de

uma célula adicional durante o registro, dificultando o isolamento da resposta unitária;

ocorrência de problemas no sistema de aquisição de dados e/ou de problemas no sistema de

estimulação visual durante os experimentos.

A Tabela 4 detalha a ordem em que os experimentos foram realizados, a espécie, o

código do animal com o seu sexo, código esse empregado ao longo da apresentação dos

resultados e da discussão, o número aproximado de dias que durou o experimento e o número

de células registradas e analisadas em cada retina.

Tabela 5. Sumário dos resultados experimentais.

Número de células Ordem

dos

testes

Espécie Código

Duração

(dias)

Retina

Registradas Analisadas

Esquerda – –

01 Cebus apella Ca01♂ –

Direita – –

Esquerda 15 6

02 Cebus apella Ca02♂ 2

Direita – –

Esquerda 5 5

03 Aotus infulatus Ai01♀ 2

Direita – –

Esquerda 21 17

04 Cebus apella Ca03♀ 3

Direita 5 4

Esquerda 5 5

05 Aotus infulatus Ai02♂ 1

Direita – –

Esquerda 21 17

06 Aotus infulatus Ai03♀ 2

Direita 7 6

Esquerda 16 11

07 Alouatta caraya Ac01♂ 2

Direita – –

Esquerda – –

08 Alouatta caraya Ac02♂ –

Direita – –

Esquerda 20 9

09 Alouatta caraya Ac03♂ 2

Direita – –

Para a apresentação desses resultados, inicialmente serão mostrados exemplos

de como foi realizada a distinção entre as células ganglionares fásicas das tônicas, a partir de

suas responsividades aos pulsos temporais de luminância e de cor. Em seguida, os resultados

obtidos serão apresentados na seguinte ordem: protocolo da Função de Transferência de

Modulação Temporal de luminância e de cor, protocolo da Fotometria com Flicker

Heterocromático, e protocolo de fase. Em cada um desses protocolos, serão mostradas

respostas individuais, porém representativas, das células ganglionares fásicas e tônicas

registradas nas retinas do Alouatta, do Cebus e do Aotus.

3.1 CLASSIFICAÇÃO FISIOLÓGICA DAS CÉLULAS GANGLIONARES

Foram encontradas duas principais populações de células ganglionares

retinianas em todos os antropóides estudados, as quais foram classificadas como fásicas ou

tônicas de acordo, respectivamente, com a variação transiente ou sustentada da resposta

provocada pela apresentação dos estímulos. As células fásicas foram subdivididas em on ou

off e se caracterizaram por apresentarem uma alta sensibilidade de luminância, mas uma baixa

responsividade para estímulos cromáticos. Todas células tônicas mostraram uma baixa

sensibilidade de luminância e aquelas com oponência de cores foram subdivididas de acordo

com a sua sensibilidade cromática para os pulsos temporais cromáticos (Ver seção 1.3. da

Introdução). Os resultados apresentados abaixo foram obtidos com uma iluminância retiniana

de 2000 Td.

3.1.1 Alouatta caraya

As respostas das células ganglionares do Alouatta caraya foram semelhantes

àquelas descritas para pulsos no Cebus tricromata (Lee et al., 2000).

3.1.1.1 Células ganglionares fásicas

A Figura 10 mostra uma célula ganglionar do animal

Ac01♂,

fásica, pois sua

responsividade mudou de modo transiente com a apresentação do estímulo. Essa célula foi

subclassificada como on, pois foi excitada durante as apresentações dos incrementos de

luminância (Figuras 10A – 10D) e inibida durante as apresentações dos decrementos de

luminância (Figuras 10E – 10H). Foram encontradas também na retina do Alouatta células

fásicas off, semelhantes à célula exemplificada na Figura 11, a qual foi obtida também no

animal

Ac01♂

. Essas células foram inibidas durante as apresentações dos contrastes positivos

de luminância (Figuras 11A – 11D) e excitadas durante as apresentações dos contrastes

negativos de luminância (Figuras 11E – 11H). As células fásicas foram marcadamente

sensíveis para o pulso de luminância pois responderam aos menores níveis de contrastes

positivos e negativos de Weber (on: Figuras 10E; off: Figuras 11A, 11E). Nos contrastes

máximos de 100% e -100%, algumas células apresentaram certas não-linearidades, como

respostas on e off simultaneamente, em seus registros (Figuras 10D, 10H).

Quando estimuladas com pulsos de cor, as células fásicas mostraram uma

diminuição em sua responsividade: por exemplo, a célula fásica off da Figura 11 não

apresentou respostas visíveis para ambas as direções de cor e na maioria dos contrastes

cromáticos testados nesse protocolo (Figura 12). Essa responsividade diminuída aos estímulos

cromáticos foi encontrada com grande freqüência nas células fásicas do Alouatta.

Célula ganglionar fásica

da retina do

Alouatta

INCREMENTO DE LUMINÂNCIA

DECREMENTO DE LUMINÂNCIA

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=-12,5%

=-25%

=-50%

=-100%

Figura 10. Respostas de uma célula ganglionar fásica on do Alouatta para o protocolo de pulso de

luminância. O aumento do contraste positivo provocou, de modo transiente, uma maior atividade

celular, enquanto que o aumento do contraste negativo provocou uma inibição transiente. Esta célula

foi classificada qualitativamente como fásica. Duração do pulso: 400 ms. Ordenada do histograma:

300 imp/s.

Célula ganglionar fásica

off

da retina do

Alouatta

INCREMENTO DE LUMINÂNCIA

DECREMENTO DE LUMINÂNCIA

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=-12,5%

=-25%

=-50%

=-100%

Figura 11. Célula ganglionar fásica off do Alouatta. Respostas para o protocolo de pulso de

luminância. De modo contrário à célula on, o aumento do contraste positivo provocou uma inibição

transiente da atividade celular, enquanto que o aumento do contraste negativo excitou de modo

transiente a célula. Ordenada do histograma: 300 imp/s.

Célula ganglionar fásica

off

da retina do

Alouatta

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERMELHO

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERDE

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=12,5%

=25%

=50%

=100%

Figura 12. Célula ganglionar fásica off do Alouatta e sua responsividade para o protocolo de pulso de

cor. Essa célula, a mesma da Figura 11, mostrou-se pouco responsiva para os estímulos cromáticos.

Ordenada do histograma: 300 imp/s.

3.1.1.2 Células ganglionares tônicas

Uma célula representativa da outra classe de células ganglionares encontrada

na retina do Alouatta está mostrada na Figura 13. Essa célula, registrada no animal

Ac01♂, foi

classificada como tônica por apresentar uma baixa responsividade ao estímulo acromático (se

comparada às células fásicas) e a sua resposta, quando presente, foi sustentada com a duração

do estímulo. Mais especificamente, ocorreu uma inibição sustentada da resposta com o

contraste positivo de luminância (Figura13D) e uma excitação sustentada da resposta com o

contraste negativo de luminância (Figura 13G). Em altos contrastes de luminância, também

foram encontradas não-linearidades na responsividade de algumas células tônicas (Figura

13H).

Célula ganglionar tônica

- da retina do

Alouatta

INCREMENTO DE LUMINÂNCIA

DECREMENTO DE LUMINÂNCIA

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=-12,5%

=-25%

=-50%

=-100%

Figura 13. Célula ganglionar, classificada como tônica, do Alouatta. Estimulação pelo protocolo de

pulso de luminância. Essas células apresentaram uma responsividade sustentada, assim como uma

menor sensibilidade para os estímulos acromáticos. Ordenada do histograma: 300 imp/s.

Essa mesma célula respondeu de modo sustentado e vigoroso aos pulsos de cor

(Figura 14) o que corrobora a sua classificação como célula tônica. Como a resposta da célula

foi inibida por contrastes em direção ao vermelho e excitada por contrastes em direção ao

verde, essa célula poderia ser classificada como M+L- (Ver seção 1.3. da Introdução). Todas

as variedades de células ganglionares tônicas encontradas na retina do Alouatta (M+L-, M-

L+, L+M-, L-M+), apresentaram uma maior sensibilidade para os pulsos cromáticos do que

os acromáticos.

Célula ganglionar tônica

- da retina do

Alouatta

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERMELHO

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERDE

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=12,5%

=25%

=50%

=100%

Figura 14. Célula ganglionar, classificada como tônica, do Alouatta. Respostas para o protocolo de

pulso de cor. As células tônicas apresentaram uma maior responsividade sustentada para os estímulos

cromáticos do que para os de luminância. Ordenada do histograma: 300 imp/s.

3.1.2 Cebus apella

Na retina do Cebus dicromata também foram encontradas células ganglionares

fásicas e tônicas, cujas respostas aos pulsos de luminância foram similares aos resultados

previamente descrito por Lee e colaboradores em indivíduos tricromatas dessa mesma espécie

(Lee et al., 2000). De modo característico, as células ganglionares tônicas não responderam

aos pulsos de cor, propriedade esta também condizente com a literatura (Lee et al., 2000).

Todos os resultados apresentados abaixo foram obtidos com uma iluminância retiniana de

2000 Td.

3.1.2.1 Células ganglionares fásicas

A Figura 15 mostra uma células fásica on, obtida no animal Ca03♀. Para os

contrastes positivos acromáticos (Figuras 15A – 15D), a responsividade dessa célula foi

transiente e positiva, enquanto que para os contrastes negativos acromáticos (Figuras 15E –

15H), a célula foi inibida de modo transiente. Como esperado, as células fásicas off mostraram

uma responsividade inversa a esse protocolo de estimulação, isto é, foram inibidas pelo

contraste positivo e excitadas pelo contraste negativo (não mostrado). Assim como no

Alouatta, de modo geral, todas as células fásicas apresentaram uma alta sensibilidade de

luminância, com respostas visíveis até mesmo no menor nível de contraste empregado (Figura

15A, 15E). Nos contrastes de 100% e de -100%, algumas células apresentaram não-

linearidades na sua responsividade (Figuras 15D). Essa mesma célula fásica também foi

registrada sob estimulação com o protocolo de pulsos temporais cromáticos (Figura 16).

Nesse caso, a célula não respondeu aos contrastes de cor abaixos de 50%, similar à célula

fásica do Alouatta (Figura 12).

Célula ganglionar fásica

da retina do

Cebus

dicromata

INCREMENTO DE LUMINÂNCIA

DECREMENTO DE LUMINÂNCIA

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=-12,5%

=-25%

=-50%

=-100%

Figura 15. Respostas, para o protocolo de pulso de luminância, de uma célula ganglionar classificada

como fásica e on do Cebus dicromata. O aumento do contraste positivo provocou, de modo transiente,

uma maior atividade celular, enquanto que o aumento do contraste negativo provocou uma inibição,

também transiente. Ordenada do histograma: 300 imp/s.

Célula ganglionar fásica

da retina do

Cebus

dicromata

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERMELHO

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERDE

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=12,5%

=25%

=50%

=100%

Figura 16. Célula ganglionar do Cebus

dicromata

, classificada como fásica e on. Respostas para o

protocolo de pulso de cor. Mesmo sob contrastes de cor médios, a célula fásica mostrou-se pouco

responsiva. Ordenada do histograma: 300 imp/s.

3.1.2.2 Células ganglionares tônicas

As células ganglionares que mostraram uma reposta sustentada para os pulsos

de luminância e de cor foram classificadas como células tônicas. Um exemplo representativo

dessa classe para a amostra obtida no presente estudo é mostrada na Figura 17. Essa célula,

registrada no animal Ca02♂, se caracterizou por uma atividade mais sustentada e pela baixa

sensibilidade aos estímulos de luminância, pois só começou a responder a partir de contrastes

médios tanto positivos quanto negativos (Figura 17C, 17G). A Figura 18 mostra uma outra

célula tônica, nesse mesmo animal, registrada sob estimulação pelo protocolo cromático. Não

houve resposta celular evidente em qualquer uma das duas direções de cores e para todos os

contrastes cromáticos testados.

Célula ganglionar tônica da retina do

Cebus

dicromata

INCREMENTO DE LUMINÂNCIA

DECREMENTO DE LUMINÂNCIA

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=-12,5%

=-25%

=-50%

=-100%

Figura 17. Célula ganglionar, classificada como tônica, do Cebus dicromata e sua responsividade para

o protocolo de pulso de luminância. Além de uma menor sensibilidade, quando comparadas às fásicas,

essas células apresentaram também uma responsividade baixa e tônica para os estímulos acromáticos.

Ordenada do histograma: 300 imp/s.

Célula ganglionar tônica da retina do

Cebus

dicromata

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERMELHO

CONTRASTE DE COR EM DIREÇÃO AO VERDE

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=12,5%

=25%

=50%

=100%

Figura 18. Célula ganglionar do Cebus dicromata classificada como tônica. Respostas para o

protocolo de pulso temporal de cor. Essas células tônicas não apresentaram uma responsividade visível

para os estímulos cromáticos. Ordenada do histograma: 300 imp/s.

3.1.3 Aotus infulatus

Para o Aotus, as células também puderam ser classificadas

eletrofisiologicamente em fásicas e tônicas, apesar de ter sido mais difícil dintinguí-las com o

critério que tinha sido aplicado com relativa facilidade para o Alouatta e para o Cebus

dicromata. Como esperado para um animal monocromata, tanto as células fásicas quanto as

tônicas não mostraram responsividade com contrastes cromáticos (não ilustrado). Todos os

resultados apresentados abaixo foram obtidos com uma iluminância retiniana de 2000 Td.

3.1.3.1 Células ganglionares fásicas

Foram encontradas células ganglionares fásicas on e off. As primeiras

responderam transientemente aos pulsos temporais de luminância: foram excitadas e inibidas,

respectivamente, para os contrastes positivos e negativos de luminância. A Figura 19 mostra

um exemplo dessa classe celular registrada no animal

Ai01♀

. Por outro lado, as células fásicas

off mostraram uma responsividade inversa para esse protocolo de estimulação: como

esperado, foram inibidas pelo contraste positivo e excitadas pelo contraste negativo de

luminância (não mostrado). De modo geral, todas as células fásicas apresentaram uma alta

sensibilidade para contrastes de luminância, com respostas visíveis a partir de níveis baixos e

médios de contraste em ambas as polaridades, positivas e negativas (Figura 19).

Célula ganglionar fásica

da retina do

Aotus

INCREMENTO DE LUMINÂNCIA

DECREMENTO DE LUMINÂNCIA

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=-12,5%

=-25%

=-50%

=-100%

Figura 19. Respostas de uma célula ganglionar do Aotus, classificada como fásica on, para o

protocolo de pulso temporal de luminância. Os contrastes positivos e negativos provocaram, de modo

transiente, um maior e um menor disparo de potenciais de ação, respectivamente. Ordenada do

histograma: 300 imp/s.

3.1.3.2 Células ganglionares tônicas

Algumas células ganglionares registradas no Aotus apresentaram uma resposta

sustentada para os pulsos temporais de luminância, semelhante à célula mostrada na Figura

20, e foram classificadas como tônicas. Essa célula, registrada no animal

Ai03♀,

mostrou uma

baixa sensibilidade aos estímulos acromáticos: só ocorreram respostas aparentes a partir de

contrastes médios para altos.

Célula ganglionar tônica da retina do

Aotus

INCREMENTO DE LUMINÂNCIA

DECREMENTO DE LUMINÂNCIA

=12,5%

=25%

=50%

=100%

=-12,5%

=-25%

=-50%

=-100%

Figura 20. Respostas de uma célula ganglionar do Aotus para pulsos temporais de luminância. Essa

célula foi classificada qualitativamente como tônica, pois respondeu de modo mais sustentado aos

estímulos acromáticos do que as células fásicas (Figura 19). Ordenada do histograma: 300 imp/s.

3.2 GANHOS DE CONTRASTE DE LUMINÂNCIA E DE COR

Com o auxílio da classificação supracitada das células ganglionares, a

sensibilidade temporal das classes fásicas e tônicas também foi estudada com o emprego de

oscilações senoidais de luminância, ou de cor, em diferentes níveis de contraste e em

diferentes freqüências temporais. Inicialmente, serão mostrados alguns resultados obtidos em

uma célula fásica do Alouatta para exemplificar a análise aplicada e a subseqüente

apresentação dos demais resultados nas três espécies estudadas de platirríneos. Todos os

resultados apresentados abaixo foram obtidos com uma iluminância retiniana de 2000 Td.

A Figura 21 mostra um exemplo das respostas para oscilações temporais de

luminância de uma célula fásica off do Alouatta

Ac01♂

. Essas oscilações variaram em

contraste na freqüência de 19,53 Hz. À medida que o contraste dos LEDs aumentou

gradativamente de 3,1% para 100%, a amplitude da resposta da célula aumentou também,

porém saturando em médios e altos contrastes (> 25%). Esta saturação da amplitude foi

acompanhada por um avanço na fase da resposta, a qual, por sua vez, indica que a resposta foi

mais rápida em médios e altos contrastes do que em baixos contrastes, após a apresentação do

estímulo.

Tanto a saturação da amplitude quanto o avanço de fase podem ser observadas

também na Figura 22 que mostra a amplitude e a fase do primeiro harmônico da resposta,

extraídas dos histogramas da Figura 21, em função do contraste. A amplitude da resposta

(Figura 22A, círculos vermelhos) aumentou com o aumento do contraste de luminância e

sofreu uma saturação em contrastes altos. A linha vermelha é a função de Michaelis-Menten

(Fórmula 3) ajustada aos dados amostrais com os seguintes parâmetros: R

max

=69,29 imp/s e

=29,62%. O ganho de contraste da célula (Fórmula 4) nessa freqüência foi de 2,34 imp/s·%

e quantifica o aumento esperado da resposta em função de uma variação unitária do contraste:

quanto maior esse valor, mais responsiva (ou sensível) é a célula para o contraste temporal. A

fase da resposta (Figura 22B) sofreu um avanço pois passou de 16 graus para um valor

máximo de 78 graus, decrescendo levemente nos contrastes acima de 25%.

A ocorrência simultânea desses dois eventos, saturação da amplitude e avanço

de fase da resposta, sugere a presença de um controle de ganho de contraste na célula: uma

não-linearidade na resposta que é encontrada em células fásicas do Macaca, especialmente em

freqüências temporais médias (Benardete et al., 1992). Células tônicas do Macaca não

mostram esse controle de ganho de contraste, respondendo de forma linear aos contrastes de

luminância e de cor (Benardete et al., 1992).

Célula ganglionar fásica

off

Alouatta

=3,1%,

=3,1%

=4,3%,

=4,3%

=6,3%,

=6,3%

=9,4%,

=9,4%

=12,5%,

=12,5%

=18,9%,

=18,9%

=25%,

=25%

=37,6%,

=37,6%

=50%,

=50%

=70,3%,

=70,3%

=100%,

=100%

A B C D

E F G H

I J K

Figura 21. Histogramas das respostas para oscilações senoidais de luminância de uma célula

ganglionar fásica off do Alouatta. São mostradas a estimulação senoidal de luminância (em cima) e a

respectiva resposta celular (em baixo) para cada um dos contrastes desse protocolo. G

e R

são,

respectivamente, o contraste de Michelson do LED verde e do vermelho. Freqüência temporal de

19,53 Hz. Dois ciclos de estimulação. Abscissa: 0,205 s. Ordenada do histograma: 160 imp/s.

O ganho de contraste para as outras freqüências temporais testadas foi

calculado de modo similar e a variação desse ganho em função da freqüência temporal foi

adotada como a Função de Transferência de Modulação Temporal (FTMT) de luminância

(Figura 22C, círculos azuis) ou de cor (não mostrado), conforme o estímulo empregado. A

forma da FTMT de luminância mostra que essa célula foi mais sensível para as freqüências

médias do que para baixas ou altas freqüências (Figura 22C). Porém, houve respostas tanto na

menor (0,61 Hz) quanto na maior (78,12 Hz) freqüência temporal testada.

Célula ganglionar fásica

off

Alouatta

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Amplitude da resposta (imp/s)

-180

-90

180

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Fase da resposta (graus)

0,1

0,1 1 10 100

Freqüência temporal (Hz)

Ganho de contraste (imp/s.%)

Figura 22. Amplitude (A) e fase (B) da resposta de uma célula fásica off do Alouatta, mostrada na

Figura 21, para a freqüência temporal de 19,53 Hz. A linha vermelha é o modelo de Michaelis-Menten

(Fórmula 3) ajustada aos dados amostrais e usado para encontrar o ganho de contraste da célula (2,34

imp/s·%). Em C, a FTMT de luminância da célula obtida com os valores de ganho de contraste

(círculos azuis) nas freqüências temporais testadas nesse protocolo. A seta mostra o ganho de contraste

na freqüência de 19,53 Hz.

Os resultados obtidos são consistentes com a literatura e sugerem que as

classes fásicas e tônicas apresentam uma dicotomia funcional quanto à linearidade do ganho

de contraste: para estímulos de luminância, as células fásicas foram não-lineares em função

do contraste e apresentaram um controle de ganho de contraste, enquanto que as células

fásicas, mais lineares, não apresentaram esse controle. Além disso, as FTMTs dessas classes

celulares mostram que as células fásicas são mais sensíveis para estímulos de luminância do

que as tônicas. No Alouatta, as células tônicas foram mais sensíveis para estímulos

cromáticos do que as fásicas. Seguem abaixo, exemplos dos resultados para células fásicas e

tônicas do Alouatta, do Cebus dicromata e do Aotus com esses protocolos de estimulação.

3.2.1 Alouatta caraya

As respostas das células ganglionares do Alouatta caraya para oscilações

temporais de luminância e de cor foram semelhantes àquelas previamente descritas para

antropóides com três tipos de fotorreceptores cones na retina, como o Macaca (Lee et al.,

1989a, b) e o Cebus tricromata (Lee et al., 2000). As células fásicas não foram testadas com a

FTMT de cor.

3.2.1.1 Células ganglionares fásicas

A Figura 23 mostra uma outra célula fásica do animal Ac01♂ para o protocolo

de FTMT de luminância. Essa célula também apresentou, em freqüências temporais médias,

uma maior responsividade e uma saturação da amplitude (Figura 23A, círculos vermelhos) e

foi menos responsiva para freqüências temporais baixas e altas (Figura 23A, círculos pretos e

cinzas, respectivamente). Quando não houve amplitude de resposta visível nos contrastes mais

baixos testados, a resposta foi descartada. Na freqüência temporal de 19,53 Hz, houve um

avanço na fase da resposta (Figura 23B, círculos vermelhos); nas outras duas freqüências

temporais mostradas (Figura 23B, círculos pretos e cinzas), a fase sofreu pouca variação. Os

parâmetros livres das funções ajustadas às amplitudes (Figura 23A, linhas com o mesmo

código de cor usado para a amplitude) foram: R

max

=50,08 imp/s e c

=100% (0,61 Hz);

max

=140,86 imp/s e c

=44,89% (19,53 Hz); e R

max

=57,9 imp/s e c

=71,92% (66,66 Hz) e os

ganhos de contraste: 0,50 imp/s·% (0,61 Hz); 3,14 imp/s·% (19,53 Hz); e 0,81 imp/s·% (66,66

Hz). A Figura 23C mostra a FTMT de luminância, cuja forma foi bastante semelhante àquela

apresentada anteriormente (Figura 22C), e mostra que houve respostas ao longo de todo o

intervalo de freqüência temporal usado, inclusive na freqüência máxima de 72 Hz. Essa

freqüencia foi adotada como a Freqüência Crítica de Fusão (FCF) da célula.

Célula ganglionar fásica

off

Alouatta

120

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Amplitude da resposta (imp/s)

0,61 Hz 19,53 Hz 66,66 Hz

-180

-90

180

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Fase da resposta (graus)

0,61 Hz 19,53 Hz 66,66 Hz

0.1

0.1 1 10 100

Freqüência temporal (Hz)

Ganho de contraste (imp/s.%)

Figura 23. Amplitude (A) e fase (B) das respostas de uma célula fásica off do Alouatta para três

freqüências temporais do protocolo de FTMT de luminância. Em C, a FTMT de luminância da célula.

Mais detalhes no texto.

3.2.1.2 Células ganglionares tônicas

A célula tônica mostrada acima, nas Figuras 13 e 14, também foi registrada em

ambos os protocolos de FTMT de luminância (Figura 24) e de cor (Figura 25). Os resultados

para estímulos acromáticos mostram que as células tônicas do Alouatta foram menos

responsivas do que as células fásicas: a amplitude da resposta em todas as freqüências

temporais testadas foi menor que 20 imp/s e ausente em contrastes abaixo de 25%. De um

modo geral, a relação sinal-ruído do registro foi baixo, o que explica uma maior dispersão da

amplitude (Figura 24A). Por sua vez, a fase sofreu algumas variações porém sem indícios da

ocorrência de um avanço de fase (Figura 24B). Os parâmetros livres dos modelos ajustados as

respostas (Figura 24A, linhas com o mesmo código de cor usado para a amplitude) foram:

max

=21,09 imp/s e c

=100% (2,44 Hz); R

max

=15,72 imp/s e c

=100% (19,53 Hz); e

max

=13,89 imp/s e c

=71,92% (48,07 Hz). De posse desses valores, os ganhos de contraste

calculados foram: 0,21 imp/s·% (2,44 Hz); 0,16 imp/s·% (19,53 Hz); e 0,14 imp/s·% (48,07

Hz). A FTMT de luminância (Figura 24C) mostra que a célula tônica teve um menor ganho de

contraste em todo o intervalo de freqüência temporal estudado, quando comparada com a

célula fásica do Alouatta. A FCF dessa célula foi 48,07 Hz, pois, de fato, não houve resposta

para freqüências temporais superiores; a resposta em 0,61 Hz foi desprezível (Figura 24C).

Por outro lado, sob estimulação cromática, a célula tônica respondeu

vigorosamente, com amplitudes superiores a 100 imp/s na freqüência temporal de 9,76 Hz

(Figura 25A). Apesar do decaimento da amplitude em freqüências temporais menores e

maiores que 9,76 Hz, mesmo nessas condições os valores obtidos para estímulos cromáticos

de alto contraste foram superiores do que aqueles obtidos com estímulos de luminância.

Houve indícios de saturação na amplitude para os registros obtidos em 9,76 Hz, porém não

houve um avanço de fase correspondente (Figura 25B). Os parâmetros livres das equações

ajustadas as respostas (Figura 25A, linhas com o mesmo código de cor usado para a

amplitude) foram: R

max

=99,60 imp/s e c

=32,40% (1,22 Hz); R

max

=189,79 imp/s e

=58,27% (9,76 Hz); e R

max

=40,18 imp/s e c

=71,70% (39,06 Hz). Os ganhos de contraste

calculados foram: 3,07 imp/s·% (1,22 Hz); 3,26 imp/s·% (9,76 Hz); e 0,56 imp/s·% (39,06

Hz). A célula tônica apresentou uma FTMT de cor (Figura 25C) com ganhos de contraste

superiores que a FTMT de luminância (Figura 25B) para a grande maioria das freqüências

temporais, exceto em oscilações cromáticas de 48,07 Hz (FCF), a partir da qual não houve

resposta mensurável. Por outro lado, a célula respondeu aos estímulos cromáticos na menor

freqüência temporal testada, 0,61 Hz (Figura 25C).

Célula ganglionar tônica

- do

Alouatta

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Amplitude da resposta (imp/s)

2,44 Hz 19,53 Hz 48,07 Hz

-180

-90

180

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Fase da resposta (graus)

2,44 Hz 19,53 Hz 48,07 Hz

0.1

0.1 1 10 100

Freqüência temporal (Hz)

Ganho de contraste (imp/s.%)

Figura 24. Amplitude (A) e fase (B) das respostas de uma célula tônica do Alouatta para três

freqüências temporais do protocolo de FTMT de luminância. Em C, a FTMT de luminância da célula.

Mais detalhes no texto.

Célula ganglionar tônica

- do

Alouatta

120

0 20 40 60 80 100

Contraste de cor (%)

Amplitude da resposta (imp/s)

1,22 Hz 9,76 Hz 39,06 Hz

-180

-90

180

0 20 40 60 80 100

Contraste de cor (%)

Fase da resposta (graus)

1,22 Hz 9,76 Hz 39,06 Hz

0.1

0.1 1 10 100

Freqüência temporal (Hz)

Ganho de contraste (imp/s.%)

Figura 25. Amplitude (A) e fase (B) das respostas de uma célula tônica do Alouatta para o protocolo

de FTMT de cor. Três freqüências temporais são ilustradas. Em C, a FTMT de cor da célula. Mais

detalhes no texto.

3.2.2 Cebus apella

As respostas das classes de células ganglionares fásicas e tônicas do Cebus

apella dicromata foram estudadas para oscilações temporais de luminância e responderam de

modo similar aos resultados publicados na literatura (Lee et al., 2000). Como esperado para

um animal dicromata, as FTMTs de cor para ambas as classes celulares foram desprezíveis

(não ilustrado).

3.2.2.1 Células ganglionares fásicas

A Figura 26 mostra a resposta de uma célula fásica do Cebus dicromata Ca02♂

para o protocolo da FTMT de luminância. Em freqüências temporais médias (19,53 Hz), a

célula respondeu com uma maior amplitude, saturando em altos contrastes (Figura 26A,

círculos vermelhos) e nas freqüências temporais baixas e altas a sua resposta diminuiu (Figura

26A, círculos pretos e cinzas, respectivamente). Além da saturação na amplitude da resposta,

na freqüência temporal de 19,53 Hz também houve, de modo simultâneo, um avanço na fase

da resposta (Figura 26B, círculos vermelhos); por outro lado, a fase ficou quase constante em

função do contraste nas outras duas freqüências temporais mostradas (Figura 26B, círculos

pretos e cinzas).

As funções de Michaelis-Menten (Figura 26A, linhas com o mesmo código de

cor usado para a amplitude) foram ajustadas aos valores de amplitude com os seguintes

parâmetros: R

max

=87,26 imp/s e c

=83,59% (0,61 Hz); R

max

=101,20 imp/s e c

=22,82%

(19,53 Hz); e R

max

=93,82 imp/s e c

=100% (57,47 Hz). Os respectivos ganhos de contraste

foram: 1,04 imp/s·% (0,61 Hz); 4,34 imp/s·% (19,53 Hz); e 0,94 imp/s·% (57,47 Hz). A

FTMT de luminância dessa célula (Figura 26C) foi similar àquela observada nas células

fásicas do Aloutta, com uma maior responsividade em freqüências temporais médias, e um

posterior decaimento de sensibilidade à medida que a freqüência temporal de estimulação foi

diminuída ou aumentada. Essa célula respondeu à modulações de luminância até a FCF de

66,66 Hz (não ilustrado).

Célula ganglionar fásica

off

Cebus

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Amplitude da resposta (imp/s)

0,61 Hz 19,53 Hz 57,47 Hz

-180

-90

180

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Fase da resposta (graus)

0,61 Hz 19,53 Hz 57,47 Hz

0.1

0.1 1 10 100

Freqüência temporal (Hz)

Ganho de contraste (imp/s.%)

Figura 26. Amplitude (A) e fase (B) das respostas de uma célula fásica off do Cebus dicromata. Três

freqüências temporais do protocolo de FTMT de luminância são mostradas. Em C, a FTMT de

luminância da célula. Mais detalhes no texto.

3.2.2.2 Células ganglionares tônicas

Células tônicas desse mesmo Cebus também foram registradas para o protocolo

de FTMT de luminância e uma célula representativa dessa amostra é apresentada na Figura

27. No Cebus, as células tônicas foram menos responsivas do que as células fásicas para a

estimulação de luminância, sem respostas visíveis nos contrastes mais baixos testados,

resultado semelhante ao do Alouatta (Figura 27A). Não houve grandes mudanças na fase da

resposta em função do contraste em nenhuma freqüência temporal testada, como aquelas

presentes nas células fásicas (Figura 27B). Também na Figura 24A estão mostradas as

funções ajustadas aos valores de amplitude (linhas com o mesmo código de cor usado para a

amplitude), cujos parâmetros livres foram: R

max

=45,20 imp/s e c

=100% (2,44 Hz);

max

=100,11 imp/s e c

=100% (19,53 Hz); e R

max

=50,00 imp/s e c

=100% (48,07 Hz). Os

ganhos de contraste obtidos nessas três freqüências temporais foram: 0,45 imp/s·% (2,44 Hz);

1,00 imp/s·% (19,53 Hz); e 0,50 imp/s·% (48,07 Hz). A Figura 27C mostra a FTMT de

luminância da célula. É visível que a célula tônica teve uma menor sensibilidae ao longo das

freqüências temporais quando comparada com a célula fásica. Além disso, a maior freqüência

temporal na qual a célula respondeu (FCF=57,47 Hz) foi menor do que aquela observada nas

células fásicas, tanto do Cebus quanto do Alouatta.

Célula ganglionar tônica do

Cebus

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Amplitude da resposta (imp/s)

2,44 Hz 19,53 Hz 48,07 Hz

-180

-90

180

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Fase da resposta (graus)

2,44 Hz 19,53 Hz 48,07 Hz

0.1

0.1 1 10 100

Freqüência temporal (Hz)

Ganho de contraste (imp/s.%)

Figura 27. Amplitude (A) e fase (B) das respostas à estímulos acromáticos de uma célula tônica do

Cebus dicromata. Três freqüências temporais são ilustradas para o protocolo de FTMT de luminância.

Em C, a FTMT de luminância obtida. Mais detalhes no texto.

3.2.3 Aotus infulatus

De modo similar às células ganglionares do Alouatta e do Cebus, as respostas

das classes fásicas e tônicas do Aotus também apresentaram uma dicotomia quanto às

propriedades temporais estudadas com a FTMT de luminância: as células fásicas foram mais

sensíveis do que as tônicas para esse protocolo de estimulação. Como o Aotus é um animal

monocromata, suas células não foram submetidas à FTMT de cor.

3.2.3.1 Células ganglionares fásicas

O resultado de uma célula fásica do Aotus Ai02♂ para o protocolo da FTMT

de luminância é mostrado na Figura 28. A célula respondeu com uma maior amplitude à

medida que o contraste aumentou, porém houve uma saturação da amplitude em altos

contrastes nas freqüências temporais médias (Figura 28A, círculos vermelhos). Nas

freqüências temporais baixas e altas houve uma redução da resposta (Figura 26A, círculos

pretos e cinzas, respectivamente) sem a presença de saturação. Também houve, de modo

simultâneo à saturação da amplitude, um avanço na fase da resposta (Figura 26B, círculos

vermelhos) na freqüência temporal de 9,76 Hz. Em 1,22 Hz a fase sofreu também um avanço

(Figura 26B, círculos pretos) enquanto que em 39,06 Hz esse fenômeno não foi observado.

Na Figura 28A, também são mostradas as funções de Michaelis-Menten

ajustadas para a amplitude da resposta (linhas com o mesmo código de cor usado para a

amplitude), as quais tiveram os seguintes parâmetros: R

max

=24,88 imp/s e c

=16,23% (1,22

Hz); R

max

=148,15 imp/s e c

=21,71% (9,76 Hz); e R

max

=16,45 imp/s e c

=100% (39,06 Hz).

Os ganhos de contraste nessas freqüências temporais foram: 1,53 imp/s·% (1,22 Hz); 6,83

imp/s·% (9,76 Hz); e 0,16 imp/s·% (39,06 Hz). A Figura 28C mostra a FTMT de luminância

dessa célula; houve uma maior responsividade em freqüências temporais médias, com uma

subseqüente queda em freqüências menores e maiores. A maior freqüência temporal testada

em que houve resposta visível dessa célula foi a de 39,06 Hz (FCF).

Célula ganglionar fásica

Aotus

120

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Amplitude da resposta (imp/s)

1,22 Hz 9,76 Hz 39,06 Hz

-180

-90

180

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Fase da resposta (graus)

1,22 Hz 9,76 Hz 39,06 Hz

0.1

0.1 1 10 100

Freqüência temporal (Hz)

Ganho de contraste (imp/s.%)

Figura 28. Célula fásica on do Aotus. Amplitude (A) e fase (B) das respostas para o protocolo de

FTMT de luminância. Em C, a FTMT de luminância da célula. Mais detalhes no texto.

3.2.3.2 Células ganglionares tônicas

O resultado de uma célula tônica desse mesmo Aotus é mostrado na Figura 29

para o protocolo de FTMT de luminância. De modo similar aos resultados reportados nos

outros platirríneos, no Aotus as células tônicas foram menos responsivas para esses estímulos

acromáticos (Figura 29A), sem presença de resposta nos contrastes mais baixos testados.

Além disso, a fase da resposta não mudou de forma consistente com o contraste (Figura 29B).

Os parâmetros livres das funções ajustadas aos valores de amplitude (Figura 29A, linhas com

o mesmo código de cor usado para a amplitude) foram: R

max

=26,98 imp/s e c

=100% (0,61

Hz); R

max

=112,86 imp/s e c

=100% (4,88 Hz); e R

max

=49,43 imp/s e c

=100% (19,53 Hz).

Os ganhos de contraste, nessas três freqüências temporais, foram: 0,27 imp/s·% (0,61 Hz);

1,13 imp/s·% (4,88 Hz); e 0,49 imp/s·% (19,53 Hz) e estão mostrados na Figura 27C, junto

com os outros valores obtidos, em função da freqüência temporal. A célula tônica do Aotus

teve um menor ganho de contraste, quando comparada com a célula fásica, em todas as

freqüências. Essa célula tônica mostrou um baixo valor da FCC (30,3 Hz) quando comparada

tanto com as células fásicas quanto as tônicas dos outros platirríneos.

Célula ganglionar tônica do

Aotus

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Amplitude da resposta (imp/s)

0,61 Hz 4,88 Hz 19,53 Hz

-180

-90

180

0 20 40 60 80 100

Contraste de luminância (%)

Fase da resposta (graus)

0,61 Hz 4,88 Hz 19,53 Hz

0.1

0.1 1 10 100

Freqüência temporal (Hz)

Ganho de contraste (imp/s.%)

Figura 29. Amplitude (A) e fase (B) das respostas à estímulos acromáticos de uma célula tônica do

Aotus. Protocolo de FTMT de luminância. Três freqüências temporais são mostradas. Em C, a FTMT

de luminância obtida. Mais detalhes no texto.

3.3 RESPONSIVIDADE PARA A FOTOMETRIA COM FLICKER

HETEROCROMÁTICO

3.3.1 Alouatta caraya

Consistentemente com os achados eletrorretinográficos feitos por Jacobs e

colaboradores (Jacobs et al., 1996a), os registros unitários das células ganglionares do

Alouatta corroboraram a hipótese de que os indivíduos machos dessa espécie de platirríneo

diurno possuem uma visão tricromática semelhante àquela presente em catarríneos. Mais

especificamente, foram encontradas células tônicas que responderam às condições de maior

oponência de cor do protocolo de fotometria com flicker heterocromático. Por outro lado, as

células fásicas do Alouatta mostraram uma sensibilidade principalmente para estímulos

acromáticos.

3.3.1.1 Células ganglionares fásicas

As respostas de uma célula fásica do Alouatta caraya Ac01♂ para a fotometria

com flicker heterocromático são mostradas na Figura 30. O contraste máximo de Michelson

dos LEDs foi 100%, e a modulação foi feita em uma freqüência temporal de 19,53 Hz. As

células fásicas responderam com uma alta amplitude especialmente nas condições iniciais de

estimulação, nas quais contraste do LED verde (G

) foi predominante no estímulo sobre o

contraste do LED vermelho (R

) (Figura 30A-D). A partir da condição 30E, com a progressiva

diminuição do contraste do LED verde, a resposta da célula decresceu até alcançar um valor

mínimo, na condição em que o contraste do LED vermelho foi cerca de 2,5 maior do que o

LED verde (Figura 30P). Nas quatro condições restantes, a célula voltou a apresentar uma

pequena resposta, porém não mais provocada pelo LED verde e sim pelo LED vermelho.

Para cada um dos histogramas da Figura 30, a amplitude, em imp/s, e a fase,

em graus, do primeiro harmônico das respostas foram calculados e colocados em função da

razão entre os contrastes dos LEDs, em cada uma das quatro freqüências temporais testadas.

Os resultados estão mostrados na Figura 31. Os gráficos da esquerda são a amplitude e os

gráficos da direita são a fase da resposta para uma determinada freqüência temporal de

estimulação (de cima para baixo: 4,88 Hz, 9,76 Hz, 19,53 Hz e 39,06 Hz). Os pontos

vermelhos em cada gráfico são os valores de amplitude ou de fase da resposta.

A amplitude da resposta aumentou com o aumento da freqüência temporal até

19,53 Hz. Em 39,06 Hz, houve uma ligeira queda na amplitude da resposta, mostrando uma

perda de sensibilidade desta célula em freqüências temporais altas (> 30 Hz). Na razão entre

os LEDs de aproximadamente 2,5 para todas as freqüências temporais, a resposta da célula foi

mínima. Também houve uma mudança abrupta de aproximadamente 180º na fase da resposta,

consistente com a mudança de sensibilidade da célula que, a partir dessa razão entre os LEDs,

começou a ser mais estimulada pelo LED vermelho do que pelo LED verde.

O modelo matemático (Equações 10 e 11) ajustado aos dados amostrais está

representado nos gráficos da Figura 31 pela linha azul, superposto aos valores de amplitude e

de fase, em cada freqüência temporal. Esse modelo prevê uma contribuição linear e ponderada

de dois diferentes fotorreceptores para a resposta da célula ganglionar. No caso do Alouatta,

foi considerado que as células recebem uma maior contribuição dos cones M, com λ

max

530 nm (o fotorreceptor f das equações), e dos cones L, com λ

max

de 562 nm (o fotorreceptor

g das equações). Os valores dos parâmetros livres obtidos para esse modelo estão localizados

nas tabelas da Figura 31. A amplitude e a fase da contribuição do fotorreceptor M para a

resposta são, respectivamente, os parâmetros G

e G

; para o fotorreceptor L são,

respectivamente, R

e R

. De um modo geral, a resposta celular foi satisfatoriamente

modelada, desde que fosse usado ambos os fotorreceptores M e L, e que fosse ignorada

possíveis contribuições dos bastonetes na resposta. Somente quando essas duas

pressuposições foram adotadas, o modelo ajustou-se aos dados com um menor erro (SQD,

soma dos quadrados das diferenças entre o modelo e os dados amostrais). Então, para o

Alouatta, W é uma variável adimensional que quantifica a contribuição dos fotorreceptores M

e L para a resposta da célula; quanto mais próximo de 1, maior a contribuição do cone M e

quanto mais próximo de 0, maior a contribuição do cone L.

Essa célula foi mais dominada pelo cone M em todas as freqüências. Para

39,06 Hz houve uma leve queda de amplitude em ambas as constribuições dos

fotorreceptores. Não houve uma tendência clara para o valor de W aumentar ou diminuir com

o aumento da freqüência temporal.

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

P Q R

Figura 30. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica off de Alouatta. Protocolo de

fotometria com flicker heterocromático. Essa célula foi dominada pelo cone M ao longo da maioria

das proporções entre os contrastes dos LEDs. Freqüência de estimulação: 19,53 Hz. Abscissa: 102,4

ms. Ordenada do histograma: 250 imp/s. Iluminância retiniana: 2000 Td.

4,88 Hz

0,59

25,02

17,34

θθ

84,91

θθ

26,98

SQD

341,72

9,76 Hz

1,50

45,37

-15,14

θθ

15,14

θθ

-49,85

SQD

1775,95

19,53 Hz

-0,56

49,00

-137,17

θθ

19,21

θθ

-117,50

SQD

1692,41

39,06 Hz

0,69

32,55

14,77

θθ

28,44

θθ

32,74

SQD

853,38

0,1 1 10

Razão entre

Amplitude da resposta (imp/s)

4,88 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

4,88 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

9,76 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

9,76 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

19,53 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

19,53 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

39,06 Hz Modelo

-270

-180

-90

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

39,06 Hz Modelo

Figura 31. Amplitude (à esquerda) e fase (à direita) das respostas de uma célula fásica off de Alouatta.

Protocolo de fotometria com flicker heterocromático. Valores obtidos dos histogramas da figura

anterior, sob estimulação em quatro freqüências temporais diferentes. A linha azul é o modelo

matemático ajustado à resposta celular em cada freqüência. Os parâmetros livres dos modelos estão

discriminados à direita dos gráficos de fase.

3.3.1.2 Células ganglionares tônicas

A Figura 32 mostra os registros de uma célula tônica do Alouatta Ac01♂

obtidos com a fotometria com flicker heterocromático. O contraste máximo de Michelson dos

LEDs foi 100%, e a modulação foi feita em uma freqüência temporal de 9,76 Hz. De modo

diferente das células fásicas, as células tônicas responderam com uma maior amplitude nas

condições em que os contrastes dos LEDs estavam próximos (Figura 32G-K) enquanto foram

menos responsivas para os estímulos iniciais e finais desse protocolo. Como os LEDs são

modulados em oposição de fase, quando os contrastes dos mesmos estão próximos existe um

maior contraste de cor do que de luminância, e vice-e-versa. Então as células tônicas do

Alouatta, como a ilustrada na Figura 32, foram mais responsivas para estímulos cromáticos do

que os de luminância.

A amplitude e a fase das respostas foram extraídas e são mostradas em função

da razão entre os contrastes dos LEDs, para cada uma das freqüências temporais testadas, na

Figura 33. As células tônicas apresentaram uma maior amplitude de resposta nas freqüências

temporais abaixo de 19,53 Hz; mas quando comparadas com as células fásicas, os valores

máximos de amplitude dessas últimas foram maiores. Então, a partir da freqüência de 19,53

Hz a resposta diminuiu de amplitude e foi praticamente ausente em 39,06 Hz. Não houve uma

razão entre os contrastes dos LEDs na qual a resposta da célula foi mínima. Como

previamente reportado em outros trabalhos, as células tônicas apresentaram uma resposta

máxima perto de da razão 1, o maior contraste de cor desse protocolo. Finalmente, não houve

mudanças na fase da resposta, indicando que essa célula responde similarmente aos LEDs

verde e vermelho.

Na figura 33, o modelo matemático que foi ajustado para as amplitudes e as

fases da resposta é mostrado como uma linha azul. A resposta foi modelada somente com as

sensibilidades esperadas dos fotorreceptores M e L para o estímulo. Os bastonetes não foram

usados nesse modelo para as respostas do Alouatta. A diferença em relação ao modelamento

de uma célula fásica está nos parâmetros livres relacionados às fases dos fotorreceptore. Na

célula fásica acima, o modelo retorna as fases dos fotorreceptores M e L com o mesmo sinal;

isto é um indicativo de uma resposta somada dos dois fotorreceptores para a célula

ganglionar. Em uma célula tônica, as fases encontradas possuem sinais opostos, o que sugere

uma oponência entre os fotorreceptores M e L: enquanto um responde, o outro é inibido, e

vice-e-versa. O valor de W para as freqüências temporais em que houve resposta foi próximo

de 0,5, o que indica uma equivalência na contribuição dos cones M e L para a responsividade

cromática da célula.

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

P Q R

Figura 32. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar tônica M+L- do Alouatta para o

protocolo de fotometria com flicker heterocromático. Diferente da célula fásica, a célula tônica

respondeu com maior amplitude nos estímulos com maiores contrastes cromáticos. Freqüência de

estimulação: 19,53 Hz. Abscissa: 102,4 ms. Ordenada do histograma: 250 imp/s. Iluminância

retiniana: 2000 Td.

4,88 Hz

0,50

27,02

27,07

θθ

136,70

θθ

-44,90

SQD

224,07

9,76 Hz

0,48

27,26

29,03

θθ

66,89

θθ

-106,40

SQD

318,79

19,53 Hz

0,56

14,05

10,94

θθ

-72,50

θθ

119,06

SQD

254,77

39,06 Hz

θθ

SQD

0,1 1 10

Razão entre

Amplitude da resposta (imp/s)

4,88 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

4,88 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

9,76 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

9,76 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

19,53 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

19,53 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

39,06 Hz Modelo

-270

-180

-90

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

39,06 Hz Modelo

Figura 33. Célula tônica M+L- do Alouatta. Amplitude (à esquerda) e fase (à direita) das respostas

para o protocolo de fotometria com flicker heterocromático. Quatro freqüências temporais diferentes

foram empregadas. A linha azul é o modelo matemático ajustado à resposta celular em cada

freqüência, cujos parâmetros livres estão mostrados ao lado dos gráficos de fase. As respostas na

maior freqüência temporal foram muito baixas e descartadas.

3.3.2 Cebus apella

As respostas dos Cebus dicromatas para o protocolo de estimulação foram

coerentes com a literatura (Lee et al., 2000). Não houve diferenças significativas entre as

células fásicas e tônicas, como ocorreu no Alouatta, pois, por se tratar de um animal

dicromata, as células tônicas foram pouco sensíveis para as variações cromáticas do estímulo

apesar de terem respondido às variações de luminância de modo semelhante como as células

fásicas o fizeram. Esse protocolo pôde ser usado com sucesso na inferência sobre o fenótipo

de visão de cores do primata, isto é, qual dos três cones M/L estava presente na retina desses

platirríneos. Para os dois Cebus estudados, Ca02♂ e Ca03♀, foram encontrados cones M/L

com λ

max

de 535 nm e de de 563 nm, respectivamente.

3.3.2.1 Fenótipo de 535 nm

A Figura 34 mostra a resposta de uma célula fásica on do animal Ca02♂ para

cada uma das condições de estimulação do protocolo. Nesses registros, o contraste máximo de

Michelson usado foi de 100% enquanto a freqüência temporal foi de 19,53 Hz. A célula

respondeu vigorosamente nas condições iniciais de estimulação acompanhando a maior

proporção do LED verde na mistura (Figura 34A-J). À medida que esta proporção começou a

ser diminuída, a célula começou a ficar menos sensível e sua resposta diminuiu de amplitude

(Figuras 34K-Q), atingiu um valor mínimo (Figura 34R) e, em seguida, voltou a responder

desta vez acompanhando a proporção de luz vermelha na última condição de estimulação

(Figura 34S). Estas respostas indicam a presença de um cone M/L com alta sensibilidade ao

LED verde e uma baixa sensibilidade ao LED vermelho.

Para cada um dos histogramas desta célula, foi extraída a amplitude e a fase da

resposta; estes valores foram colocados em função da razão entre o contraste do LED

vermelho pelo contraste do LED verde em cada condição do estímulo. Os resultados são

mostrados na Figura 35 para cada freqüência temporal testada. A amplitude da resposta

aumentou com o aumento da freqüência temporal até 19,53 Hz. Em 39,06 Hz, houve uma

ligeira queda na amplitude da resposta, mostrando uma perda de sensibilidade desta célula em

freqüências temporais altas (> 30 Hz). Esta célula apresentou um valor mínimo de resposta

quando a razão entre os LEDs foi aproximadamente 5, valor válido para todas as freqüências

temporais estudadas. De modo similar ao Alouatta, na condição em que a resposta foi mínima

houve uma mudança na fase do estímulo relacionada à mudança de sensibilidade da célula,

cuja resposta começou a ser modulada pelo LED vermelho. O valor da proporção entre os

LEDs que provocou a menor resposta, bem como a forma do gráfico de amplitude da resposta

foram interpretados como indicativo da presença de um cone M/L com λ

max

de 535 nm.

O modelo matemático ajustado aos dados amostrais está representado nos

gráficos de amplitude e de fase pela linha azul (Figura 35) em cada freqüência temporal.

Como o Cebus dicromata só possui um cone M/L na sua retina foi adotado que o outro

possível fotorreceptor que estava contribuindo para a resposta era o bastonete. Então, de modo

diferente do Alouatta, o modelo matemático das Equações 10 e 11 foi calculado como

composto pelos cones M/L com λ

max

de 535 nm (o fotorreceptor f) e pelos bastonetes (o

fotorreceptor g). Somente com o uso o fotorreceptor M/L correto e a inclusão do bastonete na

resposta, o modelo pôde ser ajustado aos dados com um menor SQD.

Com o aumento da freqüencia temporal, houve um aumento em conjunto da

contribuição dos cones e dos bastonetes para a célula ganglionar até a freqüência temporal de

19,53 Hz, como pode ser observado pelos valores de C

e B

. Para 39,06 Hz houve uma leve

queda em ambas as constribuições dos fotorreceptores. Houve uma tendência para o valor de

W aumentar com o aumento da freqüência temporal. Esta célula foi dominada mais por cones

em todas as condições estudadas.

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

P Q R

Figura 34. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on de Cebus dicromata para o

protocolo de fotometria com flicker heterocromático. Freqüência de estimulação: 19,53 Hz. Abscissa:

102,4 ms. Ordenada do histograma: 300 imp/s. Iluminância retiniana: 2000 Td.

4,88 Hz

0,72

29,54

11,32

θθ

-75,01

θθ

-150,23

SQD

380,82

9,76 Hz

0,68

72,17

34,11

θθ

-139,47

θθ

-177,80

SQD

606,08

19,53 Hz

0,76

117,23

36,98

θθ

93,67

θθ

49,05

SQD

4469,96

39,06 Hz

0,78

113,67

32,09

θθ

-139,03

θθ

-108,62

SQD

3112,55

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

4,88 Hz Modelo

-360

-270

-180

-90

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

4,88 Hz Modelo

100

120

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

9,76 Hz Modelo

-360

-270

-180

-90

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

9,76 Hz Modelo

100

150

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

19,53 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

19,53 Hz Modelo

100

150

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

39,06 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

39,06 Hz Modelo

Figura 35. Amplitude (à esquerda) e fase (à direita) das respostas de uma célula fásica on de Cebus.

Valores obtidos dos histogramas da figura anterior, sob estimulação com o protocolo de fotometria

com flicker heterocromático em quatro freqüências temporais diferentes. A linha azul é o modelo

matemático interpolado considerando uma contribuição de cones M/L de λ

max

= 535 nm e dos

bastonetes para a resposta celular. Os parâmetros livres dos modelos estão discriminados à direita dos

gráficos de fase.

3.3.2.2 Fenótipo de 563 nm

A resposta de uma célula fásica on do animal Ca03♀ para o protocolo de

fotometria com flicker heterocromático está mostrada na Figura 36. Histogramas obtidos com

um contraste máximo de Michelson de 100%, na freqüência temporal de 19,53 Hz. A célula

respondeu para as condições iniciais de estimulação, porém com uma amplitude menor que a

do outro Cebus estudado. A resposta foi decrescendo com o decorrer do teste e na condição da

Figura 35H, apresentou um valor mínimo. Nas condições seguintes, a célula voltou a

responder, inicialmente com uma baixa amplitude (36I), provocada pela modulação do LED

vermelho. Houve uma maior sensibilidade ao LED vermelho do que ao LED verde, pois a

amplitude de resposta na última condição (Figura 36S) ficou maior do que no início do

protocolo de estimulação visual (Figura 36A). Estas respostas sugerem a presença de um cone

M/L com λ

max

de 563 nm, o qual possui uma sensibilidade menor ao LED verde do que ao

LED vermelho (Figura 7B, Tabela 3).

A Figura 37 mostra os gráficos de amplitude e de fase da resposta para cada

uma das freqüências temporais em que a célula foi testada. A amplitude da resposta aumentou

com a freqüência temporal em todas as condições. Na freqüência temporal mais baixa, a

resposta mínima da célula ocorreu em uma razão entre os LEDs variando entre 0,8 e 0,9; com

o aumento da freqüência temporal, a resposta mínima ficou entre 0,7 e 0,8. Em todas essas

freqüências temporais também houve uma mudança de quase 180º na fase da resposta. Com o

aumento da freqüencia temporal, houve um aumento da contribuição dos cones e dos

bastonetes para a célula ganglionar. Houve um aumento da contribuição dos cones em relação

aos bastonetes com o incremento da freqüência temporal. Esta célula foi dominada pelos

cones em todas as condições de teste.

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

P Q R

Figura 36. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on de Cebus para o protocolo

de fotometria com flicker heterocromático. O fotorreceptor M/L do animal foi classificado como o de

max

= 563 nm, pois a reposta mínima da célula ocorreu na condição H. Freqüência de estimulação:

19,53 Hz. Abscissa do histograma: 102,4 ms. Ordenada do histograma: 300 imp/s. Iluminância

retiniana: 2000 Td.

4,88 Hz

0,81

30,04

7,26

θθ

-101,35

θθ

-89,06

SQD

127,98

9,76 Hz

0,86

79,03

13,03

θθ

-162,43

θθ

164,71

SQD

1077,22

19,53 Hz

0,90

120,34

13,44

θθ

87,29

θθ

69,16

SQD

5891,64

39,06 Hz

0,91

149,41

15,28

θθ

-115,00

θθ

-115,57

SQD

1892,91

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

4,88 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

4,88 Hz Modelo

100

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

9,76 Hz Modelo

180

270

360

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

9,76 Hz Modelo

100

150

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

19,53 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

19,53 Hz Modelo

100

150

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

39,06 Hz Modelo

-180

-90

180

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

39,06 Hz Modelo

Figura 37. Amplitude e fase das respostas da célula fásica on do Cebus para a fotometria com flicker

heterocromático nas quatro freqüências temporais de estimulação desse protocolo. A linha azul é o

modelo matemático interpolado considerando uma contribuição de cones M/L de λ

max

= 563 nm e dos

bastonetes para a resposta celular. Os parâmetros livres dos modelos estão discriminados à direita dos

gráficos de fase. Os parâmetros estão discriminados nas tabelas à direita dos gráficos.

3.3.3 Aotus infulatus

Assim como previamente mostrado para o Cebus dicromatas, as células fásicas

e tônicas do Aotus também não tiveram diferenças visíveis entre si para a fotometria. De

modo consistente com as respostas apresentadas pelas células tônicas noutros protocolos de

estimulação, as células tônicas do Aotus foram pouco responsivas para as variações

cromáticas do estímulo; e foram mais sensíveis aos contrastes de luminância. Por ser um

animal monocromata, sem a presença de polimorfismo sexual para visão de cores e possuir

uma alta densidade de bastonetes na sua retina, as respostas das células ganglionares foram

consideradas como um produto da contribuição tanto dos fotorreceptores cones com

max

=543

quanto dos bastonetes.

A Figura 38 mostra a resposta de uma célula M on, registrada em um dos Aotus

(Ai01♀), com um contraste máximo de Michelson de 100% e em uma freqüência temporal de

19,53 Hz. Esta célula respondeu em quase todas as condições de estimulação e foi modulada

pelo LED verde até a condição da Figura 38N, onde apresentou a menor resposta e, a partir de

então começou a ser modulada pelo LED vermelho (Figuras 38O-S). A amplitude da resposta

foi maior para o LED verde do que para o LED vermelho condizente com a sensibilidade

calculada para o fotorreceptor com λ

max

de 543 nm encontrado na retina deste primata (Jacobs

et al., 1993; Jacobs et al., 1996). A Figura 39 mostra a amplitude e a fase da resposta em

todas as freqüências temporais em que a célula foi testada. A amplitude da resposta aumentou

com o aumento da freqüência temporal, exceto para 39,06 Hz. Para todas as freqüências

temporais, a resposta mínima da célula ocorreu em proporções entre os LEDs variando entre 1

e 3, próximos do valor da resposta esperada (2) para esse cone (Figura 8B). Neste ponto de

mínimo, houve uma mudança na fase do estímulo, consistente com a mudança na resposta da

célula que, a partir deste valor, começou a ser estimulada pelo LED vermelho. Esta mudança

não foi muito abrupta, o que sugere interações entre os cones e os bastonetes, os quais

possuem diferentes características temporais, para a resposta celular (Weiss et al., 1998). O

modelo matemático que foi interpolado à resposta está representado nos gráficos de amplitude

e de fase pela linha azul (Figura 39). Houve uma boa correlação em todas as freqüências

temporais, exceto em parte da amplitude obtida nas menores freqüências temporais. Com o

aumento da freqüencia temporal, houve um aumento em conjunto da contribuição dos cones e

dos bastonetes para resposta da célula ganglionar. O valor de W aumentou ligeiramente com o

aumento da freqüência temporal. Esta célula foi menos dominada por cones do que as células

de Cebus.

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

P Q R

Figura 38. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on de Aotus para o protocolo de

fotometria com flicker heterocromático. Freqüência de estimulação: 19,53 Hz. Abscissa do

histograma: 102,4 ms. Ordenada do histograma: 200 imp/s. Iluminância retiniana: 2000 Td.

4.88 Hz

0,62

33,76

20,48

θθ

175,75

θθ

-35,84

SQD

401,81

9.76 Hz

0,67

33,23

16,45

θθ

141,80

θθ

-143,74

SQD

764,96

19.53 Hz

0,81

97,43

22,34

θθ

2,63

θθ

-150,31

SQD

1917,05

39.06 Hz

0,86

32,93

5,58

θθ

143,90

θθ

-137,41

SQD

453,76

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

4.88 Hz Modelo

-180

-90

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

4.88 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

9.76 Hz Modelo

180

270

360

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

9.76 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

19.53 Hz Modelo

-270

-180

-90

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

19.53 Hz Modelo

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Amplitude da resposta (imp/s)

39.06 Hz Modelo

180

270

360

0,1 1 10

Razão entre R

e G

Fase da resposta (graus)

39.06 Hz Modelo

Figura 39. Amplitude e fase das respostas em função da razão entre os LEDs, da célula fásica on da

figura anterior. A linha azul é o modelo matemático interpolado aos dados. Os parâmetros estão

discriminados nas tabelas à direita dos gráficos.

3.4. RESPONSIVIDADE AO PROTOCOLO DE FASE

3.4.1 Alouatta caraya

Os registros unitários das células ganglionares do Alouatta também

corroboraram a hipótese de que os esse platirríneo evolveu uma visão tricromática semelhante

àquela presente em catarríneos. As células tônicas encontradas responderam com maior

amplitude nas condições de contraste de cor do protocolo de fase, enquanto que as células

fásicas mostraram uma alta sensibilidade para estímulos acromáticos.

3.4.1.1 Células ganglionares fásicas

As respostas de uma célula fásica do Alouatta caraya Ac01♂ para a protocolo

de fase são mostradas na Figura 40. O contraste de Michelson dos LEDs foi 100%, e a

modulação foi feita em uma freqüência temporal de 9,76 Hz. As células fásicas responderam

com uma baixa amplitude nas condições iniciais de estimulação, nas quais o LED verde e o

LED vermelho estão em oposição de fase e o estímulo possui um alto contraste de cor (Figura

30A-P). À medida que a fase do LED verde se aproxima da fase do LED vermelho (Figuras

B-H), a resposta da célula aumentou progressivamente e alcançou os maiores valores de

amplitude nas condições de alto contraste de luminância em que a diferença de fase entre os

LEDs era zero ou próximo de zero. Nas condições restantes, a célula voltou a diminuir de

responsividade com o aumento da fase entre os LEDs e o subseqüente aumento do contraste

de cor no estímulo.

Para cada um dos histogramas da Figura 40, a amplitude, em imp/s, e a fase,

em graus, do primeiro harmônico das respostas foram calculados e colocados em função da

diferença de fase entre os LEDs (R

- G

), em cada uma das seis freqüências temporais

testadas. Os resultados estão mostrados na Figura 41. Os gráficos da esquerda são a amplitude

e os gráficos da direita são a fase da resposta para uma determinada freqüência temporal de

estimulação (de cima para baixo: 1,22 Hz, 2,44 Hz, 4,88 Hz, 9,76 Hz, 19,53 Hz e 39,06 Hz).

Os pontos vermelhos em cada gráfico são os valores de amplitude ou de fase da resposta.

A amplitude da resposta aumentou com o aumento da freqüência temporal até

19,53 Hz. Em 39,06 Hz, houve uma ligeira queda na amplitude da resposta, mostrando uma

perda de sensibilidade desta célula em freqüências temporais altas (> 30 Hz). A resposta da

célula foi máxima em todas as freqüências temporais quando a diferença de fase entre os

LEDs foi próxima de zero. Nas condições iniciais houve uma mudança de aproximadamente

180º na fase da resposta, provavelmento devido à ocorrência de não-linearidades na resposta

dessa célula fásica para altos contraste de cores.

O modelo matemático (Equações 17 e 18) ajustado aos dados amostrais em

cada freqüência temporal está representado nos gráficos da Figura 41 (linha azul). Esse

modelo prevê uma contribuição linear e ponderada (vetorial) de dois diferentes

fotorreceptores para a resposta da célula ganglionar. No caso do Alouatta, o mesmo modo

adotado para a fotometria com flicker heterocromático foi usado: foi estipulado que as células

recebem uma maior contribuição dos cones M, com λ

max

de 530 nm (o fotorreceptor f das

equações), e dos cones L, com λ

max

de 562 nm (o fotorreceptor g das equações). Os valores

dos parâmetros livres obtidos para esse modelo estão localizados nas tabelas da Figura 41. De

um modo geral, a resposta celular foi satisfatoriamente modelada, desde que fosse usado

ambos os fotorreceptores M e L, e que fosse ignorada possíveis contribuições dos bastonetes

na resposta. Somente quando essas duas pressuposições foram adotadas, o modelo ajustou-se

aos dados com um menor erro (SQD, soma dos quadrados das diferenças entre o modelo e os

dados amostrais). Então, para o Alouatta, W é uma variável adimensional que quantifica a

contribuição dos fotorreceptores M e L para a resposta da célula; quanto mais próximo de 1,

maior a contribuição do cone M e quanto mais próximo de 0, maior a contribuição do cone L.

Essa célula foi mais dominada pelo cone M em todas as freqüências, exceto

para a freqüência de 9,76 Hz. Não houve uma tendência clara para o valor de W aumentar ou

diminuir com o aumento da freqüência temporal.

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

Figura 40. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica off de Alouatta. Estimulação

pelo protocolo de fase. Freqüência de estimulação: 9,76 Hz. Abscissa: 204,8 ms. Ordenada do

histograma: 200 imp/s. Iluminância retiniana: 2000 Td.

1,22 Hz

θθ

-166,59

33,51

0,38

θθ

79,60

SQD

264,31

c 2,44 Hz

θθ

-149,73

36,30

0,32

θθ

41,26

SQD

372,12

4,88 Hz

θθ

-154,21

38,72

0,34

θθ

4,12

SQD

341,76

9,76 Hz

θθ

158,04

54,45

0,52

θθ

0,52

SQD

680,75

19,53 Hz

θθ

13,31

98,17

0,39

θθ

62,75

SQD

2523,12

39,06 Hz

θθ

154,98

75,94

0,23

θθ

42,71

SQD

503,05

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

100

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

Figura 41. Amplitude e fase das respostas de uma célula fásica off de Alouatta. Estimulação pelo

protocolo de fase. Valores obtidos dos histogramas da figura anterior, sob estimulação em seis

freqüências temporais diferentes. A linha azul é o modelo matemático ajustado à resposta celular em

cada freqüência. Os parâmetros livres dos modelos estão discriminados à direita dos gráficos de fase.

100

3.4.1.2 Células ganglionares tônicas

Os registros de uma célula tônica M+L- do Alouatta Ac01♂ para o protocolo

de fase são mostrados na Figura 42. O contraste de Michelson dos LEDs foi 50%, pois a

célula foi pouco responsiva no contraste de 100%. A modulação foi feita em uma freqüência

temporal de 9,76 Hz. De modo diferente das células fásicas, as células tônicas responderam

com uma maior amplitude nas condições em que os LEDs estavam em oposição de fase

(Figura 42A e 42P) enquanto foram menos responsivas para os estímulos com alto contraste

de luminância (Figura 42I).

A amplitude e a fase das respostas foram extraídas e são mostradas em função

da diferença de fase entre os LEDs, para cada uma das seis freqüências temporais testadas, na

Figura 43. As células tônicas apresentaram uma maior amplitude de resposta nas freqüências

temporais abaixo de 19,53 Hz; mas quando comparadas com as células fásicas, os valores

máximos de amplitude dessas últimas foram maiores. Então, a partir da freqüência de 19,53

Hz a resposta diminuiu de amplitude e foi praticamente ausente em 39,06 Hz. Como

previamente reportado em outros trabalhos, as células tônicas apresentaram uma resposta

máxima quando os LEDs estavam em total oponência de fase (-180º ou +180º), condições em

que o contraste de cor é máximo nesse protocolo.

Na figura 43, o modelo matemático que foi ajustado para as amplitudes e as

fases da resposta é mostrado como uma linha azul. A resposta foi modelada adequadamente a

somente com a sensibilidade esperada dos fotorreceptores M e L para o estímulo, sem

nenhuma contribuição por parte dos bastonetes. O valor de W para as freqüências temporais

em que houve resposta foi próximo de 0,5, o que indica uma equivalência na contribuição dos

cones M e L para a responsividade cromática da célula.

101

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

Figura 42. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar tônica M+L- do Alouatta para o

protocolo de fase. Diferente da célula fásica, a célula tônica respondeu com maior amplitude nos

estímulos com maiores contrastes cromáticos. Freqüência de estimulação: 9,76 Hz. Abscissa: 204,8

ms. Ordenada do histograma: 100 imp/s. Iluminância retiniana: 2000 Td.

102

1,22 Hz

θθ

6,28

42,35

0,45

θθ

178,73

SQD

113,59

c 2,44 Hz

θθ

-9,84

53,25

0,45

θθ

176,86

SQD

133,70

4,88 Hz

θθ

-50,43

55,09

0,46

θθ

-179,98

SQD

220,15

9,76 Hz

θθ

-127,94

58,82

0,47

θθ

-173,81

SQD

454,86

19,53 Hz

θθ

97,76

33,64

0,54

θθ

-160,58

SQD

273,80

39,06 Hz

θθ

0,00

0,50

θθ

0,00

SQD

274,03

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

Figura 43. Célula tônica M+L- do Alouatta. Amplitude (à esquerda) e fase (à direita) das respostas

para o protocolo de fase. Seis freqüências temporais diferentes foram testadas. A linha azul é o modelo

matemático ajustado à resposta celular em cada freqüência, cujos parâmetros livres estão mostrados ao

lado dos gráficos de fase. As respostas na maior freqüência temporal foram muito baixas e

descartadas.

103

3.4.2

Cebus apella

Assim como na fotometria com flicker heterocromático, esse protocolo pôde

ser usado para inferir qual dos três cones M/L estava presente na retina dos Cebus. Os

resultados dessa inferência, foram consistentes com o fenótipo encontrado pela análise

fotométrica: os dois Cebus estudados, Ca02♂ e Ca03♀, provavelmente possuem cones M/L

com λ

max

de 535 nm e de de 563 nm, respectivamente. Não houve diferenças visíveis entre as

respostas das células ganglionares fásicas e tônicas para esse protocolo.

3.4.2.1 Fenótipo de 535 nm

A Figura 44 mostra uma célula fásica on medida sob uma iluminância retiniana

de 2000 Td e com uma freqüencia temporal de 19,53 Hz do Cebus Ca02♂. Apesar da baixa

amplitude é possível visualizar que em todas as condições de estimulação, a célula foi

modulada pelo LED verde; a fase da resposta acompanhou a fase do LED verde. A amplitude

e a fase da resposta extraídas do primeiro harmônico da resposta em todas as seis freqüências

temporais em que a célula foi testada são mostrados na Figura 45. A amplitude da resposta

aumentou com o incremento da freqüência temporal e diminuiu em 39,06 Hz. A fase da

resposta manteve-se com um perfil diagonal, o que sugere: i) uma forte contribuição dos

bastonetes para a resposta em freqüências temporais baixas; ii) uma contribuição do cone com

max

=535 nm (Figura 9D). Ambos os fotorreceptores são mais sensíveis para o LED verde do

que para o LED vermelho (Figura 5B). Este resultado está de acordo com aquele obtido pela

fotometria com flicker heterocromático.

O modelo matemático que foi interpolado à resposta está mostrado nos gráficos

pela linha azul (Figura 45). Os parâmetros do modelo são: k é um fator escalar para a

amplitude; W é o índice de contribuição dos cones com λ

max

=535 nm (fotorreceptor f nas

equações 17, 18 e 19) e dos bastonetes (fotorreceptor g nas equações 17, 18 e 19) na resposta;

, são a fase de ativação do centro e da periferia do campo receptivo; respectivamente.

Em todas as freqüências temporais, a fase da resposta foi bem modelada. Para a amplitude

houve uma maior variação, porém o modelo ajustou-se de maneira adequada. Estudos em

células ganglionares da retina (Lee et al., 2000) e do LGN (Yeh et al., 1995) também

mostraram uma maior estabilidade da fase da resposta para esse protocolo. Então, mesmo se a

amplitude for baixa, a fase pode ser usada como um identificador do fenótipo do animal. Com

o aumento da freqüencia temporal, o valor de W aumentou, indicando uma maior contribuição

dos cones para a resposta da célula.

104

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

Figura 44. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on de Cebus dicromata para o

protocolo de fase. O fotorreceptor M/L do animal foi classificado como o de λ

max

=535 nm em

concordância com os resultados da fotometria com flicker heterocromático. Freqüência de

estimulação: 19,53 Hz. Abscissa do histograma: 102,4 ms. Ordenada do histograma: 100 imp/s.

Iluminância retiniana: 2000 Td.

105

1,22 Hz

θθ

-168,35

3,29

0,38

θθ

39,18

SQD

51,77

c 2,44 Hz

θθ

-153,27

6,22

0,42

θθ

17,19

SQD

56,03

4,88 Hz

θθ

-170,29

10,67

0,41

θθ

-8,62

SQD

79,97

9,76 Hz

θθ

-177,30

21,03

0,60

θθ

-107,98

SQD

80,20

19,53 Hz

θθ

81,18

24,45

0,74

θθ

-149,78

SQD

112,13

39,06 Hz

θθ

-101,64

10,92

0,79

θθ

85,23

SQD

127,77

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-90

180

270

360

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-270

-180

-90

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

Figura 45. Amplitude e fase das respostas da célula fásica on de Cebus dicromata para as seis

freqüências temporais de estimulação do protocolo de fase. A linha azul é o modelo matemático

ajustado para bastonetes e um fotorreceptor M/L com λ

max

=535 nm. A amplitude da resposta

aumentou com a freqüencia temporal até 19,53 Hz. A fase ficou diagonal em todas as freqüencias

temporais consistente com uma maior sensibilidade da célula ao LED verde; porém houve uma leve

curvatura em freqüencias temporais altas, graças a uma maior contribuição do cone M/L na resposta.

106

3.4.2.2 Fenótipo de 563 nm

Para o outro Cebus dicromata, Ca03♀, a Figura 46 mostra as respostas de uma célula

fásica on para o protocolo de fase, sob uma iluminância retiniana de 2000 Td e em uma

freqüencia temporal de 19,53 Hz. A amplitude foi menor nas condições de contraste de cor

máximo (Figuras 46A e 46P) e maior em uma condição próxima ao contraste de luminância

máximo (Figura 46J). A amplitude da resposta dessa célula foi maior quando comparada com

a célula fásica anteriormente mostrada para o Cebus Ca02♂ (Figura 44). Entretanto, enquanto

a fase da resposta da célula anterior variou de modo diagonal com a diferença de fase entre os

LEDs (Figura 45), a fase da resposta dessa célula não acompanhou a mudança linear de fase

sofrida pelo LED verde. A figura 46 mostra a variação da amplitude e da fase da resposta em

função da diferença de fase entre os LEDs medidas em seis freqüências temporais. A

amplitude da resposta aumentou com o aumento da freqüência temporal, em todas as

condições. A fase da resposta apresentou um perfil mais horizontal, o que sugere a presença

de um fotorreceptor mais sensível para o LED vermelho, cuja fase fica constante durante todo

o protocolo. A partir do perfil de variação da amplitude e da fase da resposta para esse

protocolo, bem como o resultado anterior da fotometria para esse Cebus, foi adotado que os

fotorreceptores presentes na retina eram cones com λ

max

=563 nm, e bastonetes. Portanto, a

resposta das células ganglionares foi modelada considerando esses fotorreceptores e a

contribuição de cada um deles, calculada. O modelo matemático resultante foi superposto aos

dados de amplitude e de fase da resposta, e em todas as freqüências temporais os resultados

foram bem aproximados pelo modelo matemático. O índice de contribuição dos cones e dos

bastonetes, W, ficou sempre acima de 0,8 e sofreu uma leve tendência para o aumento com a

freqüência temporal. Essa célula foi mais dominada por cones do que a célula previamente

estudada, nesse mesmo animal, com a fotometria com flicker heterocromático.

107

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

Figura 46. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on de Cebus para o protocolo

de fase. O fotorreceptor M/L desse animal dicromata foi classificado como o de λ

max

=563 nm em

concordância com a fotometria com flicker heterocromático. Freqüência de estimulação: 19,53 Hz.

Abscissa do histograma: 102,4 ms. Ordenada do histograma: 300 imp/s. Iluminância retiniana: 2000

Td.

108

c 1,22 Hz

θθ

73,27

25,20

0,88

θθ

174,86

SQD

142,70

c 2,44 Hz

θθ

73,45

40,72

0,85

θθ

111,15

SQD

544,94

4,88 Hz

θθ

61,57

57,19

0,94

θθ

111,71

SQD

848,74

9,76 Hz

θθ

19,30

106,16

0,91

θθ

153,30

SQD

1908,76

19,53 Hz

θθ

-82,85

177,42

0,88

θθ

108,28

SQD

9654,58

39,06 Hz

θθ

62,95

210,88

0,92

θθ

158,54

SQD

2153,34

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

100

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

120

160

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

120

150

180

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

Figura 47. Amplitude e fase das respostas da célula fásica on de Cebus da Figura 46 para o protocolo

de fase nas freqüências temporais de estimulação, sob a condição de iluminância retiniana de 2000 Td.

A linha azul é o modelo matemático interpolado considerando um fotorreceptor M/L com λ

max

= 563

nm. Os parâmetros estão discriminados nas tabelas à direita dos gráficos. A amplitude da resposta

aumentou com a freqüencia temporal em todas as condições. A fase ficou com um perfil mais

horizontal em todas as freqüencias temporais indicando uma maior sensibilidade ao LED vermelho.

109

3.3.3

Aotus infulatus

As respostas das células ganglionares do Aotus, tanto as fásicas quanto as

tônicas, responderam de modo similar ao protocolo de fase, assemelhando-se as respostas

observadas em Cebus dicromatas. Para o modelamento das respostas, foram adotadas as

mesmas condições daquelas empregadas na fotometria com flicker heterocromático. Então, a

resposta da célula ganglionar tanto tônica quanto fásica do Aotus foi modelada como a

resultante das repostas dos fotorreceptores cones com

max

=543 nm

e dos bastonetes.

A Figura 48 mostra as respostas de uma célula fásica on, encontrada no animal

Ai02♂, para o protocolo de fase. A freqüencia temporal empregada foi de 19,53 Hz e a

iluminância retiniana, 2000 Td. A amplitude sofreu pouca variação com o decorrer do teste,

quando comparada com a fase; esta última acompanhou a mudança linear de fase sofrida pelo

LED verde. Portanto, o fotorreceptor presente na retina deste primata é mais sensível ao LED

verde do que ao vermelho, condizente com os resultados obtidos pela fotometria com flicker

heterocromático e aqueles obtidos por Jacobs e colaboradores (Jacobs et al., 1993; Jacobs et

al., 1996). A figura 49 mostra a amplitude e a fase da resposta dessa célula em todas as

freqüências temporais do protocolo de fase. A amplitude da resposta aumentou com o

aumento da freqüência temporal, em todas as condições, exceto em 39,06 Hz onde apresentou

uma grande queda. A fase da resposta manteve-se com um perfil diagonal, similar a fase da

resposta esperada para os bastonetes (Figura 9F). O modelo matemático que foi interpolado à

resposta está representado nos gráficos de amplitude e de fase pela linha azul. Em todas as

freqüências temporais, tanto a fase quanto a amplitude da resposta foram bem aproximadas

pelo modelo matemático, apesar dos valores de amplitude da resposta terem sido mais

dispersos. O índice de contribuição dos cones e dos bastonetes para a resposta, W, ficou

abaixo de 0,5 exceto para a última freqüência temporal de 39,06 Hz, onde alcançou o valor de

0,64. Essa célula foi mais dominada por bastonetes do que as células previamentes mostradas

para o Alouatta e o Cebus.

110

A B C

D E F

G H I

J K L

M N O

Figura 48. Histogramas das respostas de uma célula ganglionar fásica on do Aotus para o protocolo de

fase. O fotorreceptor M/L do animal foi classificado como o de λ

=543 nm. Freqüência de

estimulação: 19,53 Hz. Abscissa do histograma: 102,4 ms. Ordenada do histograma: 300 imp/s.

Iluminância retiniana: 2000 Td.

111

1,22 Hz

θθ

79,75

22,61

0,48

θθ

-19,11

SQD

349,58

c 2,44 Hz

θθ

67,05

36,64

0,42

θθ

-27,06

SQD

570,10

4,88 Hz

θθ

2,55

56,24

0,35

θθ

18,13

SQD

772,18

9,76 Hz

θθ

-138,11

105,84

0,34

θθ

51,44

SQD

4148,27

19,53 Hz

θθ

72,63

113,88

0,40

θθ

25,92

SQD

1552,32

39,06 Hz

θθ

116,30

24,80

0,64

θθ

18,85

SQD

383,39

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-180

-90

180

270

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

120

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-360

-270

-180

-90

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

120

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-90

180

270

360

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

-180 -90 0 90 180

(graus)

Amplitude (imp/s)

-90

180

270

360

-180 -90 0 90 180

(graus)

Fase (graus)

Figura 49. Amplitude e fase das respostas da célula fásica on do Aotus, para o protocolo de fase. A

iluminância retiniana usada foi de 2000 Td. A linha azul é o modelo matemático interpolado

considerando um fotorreceptor M/L de λ

max

=543 nm. A amplitude da resposta aumentou com a

freqüencia temporal em todas as condições, exceto para 39,06 Hz. A fase ficou com um perfil diagonal

em todas as freqüencias temporais testadas, indicativo de uma maior sensibilidade da célula ao LED

verde do que ao LED vermelho.

112

4 DISCUSSÃO

4.1 REGISTRO ELETROFISIOLÓGICO UNITÁRIO DE CÉLULAS

GANGLIONARES RETINIANAS COMO FERRAMENTA PARA O ESTUDO DO

SISTEMA VISUAL

A técnica empregada no presente trabalho, o registro extracelular unitário de

células ganglionares na retina in vivo, é uma abordagem, dentre várias possíveis, para o estudo

da neurofisiologia do sistema visual. Em comparação com a técnica de registros extracelulares

unitários in vivo no LGN, bastante usada para o estudo das vias visuais em antropóides, o

registro retiniano in vivo é desvantajoso quanto à classificação funcional das células

estudadas, especialmente em platirríneos dicromatas, nos quais a presença do polimorfismo

sexual para a visão de cores dificulta essa classificação (e.g. YEH et al., 1995). No tálamo, é

comumente realizada a marcação eletrolítica da célula após o registro e, através da

visualização post-mortem do local de marcação nas camadas do LGN (com coloração de

Nissl, por exemplo), aliada à análise da resposta unitária para estímulos de luminância e

cromáticos, consegue-se classificar a célula em M ou P com uma grande chance de acerto

(MARTIN, 2004). A grande desvantagem do registro no LGN é a instabilidade mecânica

inerente ao método.

Os registros na retina são mecanicamente mais estáveis quando comparados

com aqueles realizados no LGN. Isso ocorre graças ao uso de agentes farmacológicos

inibidores dos movimentos oculares involuntários. Neste estudo, o uso de um aro metálico

preso ao redor do globo ocular e fixo no sistema de contenção craniana, diminuiu de modo

considerável quaisquer vibrações mecânicas que poderiam dificultar e até mesmo

impossibilitar o registro extracelular. Esse procedimento tem sido usado extensivamente no

estudo das propriedades temporais, espaciais e espectrais das células ganglionares de primatas

catarríneos (Veja LEE, 2004 para uma revisão a respeito) e, mais recentemente, platirríneos

(LEE et al., 2000).

Uma outra abordagem é a técnica de registro eletrofisiológico in vitro de

células retinianas. Nesse caso, o registro é efetuado na retina inteira, dissecada do globo

ocular, e mantida viva por meio de uma infusão constante de solução fisiológica modificada.

Com o emprego de micropipetas para registros e/ou marcações intracelulares é possível, além

de registrar a célula, injetá-la com corantes para posterior revelação de sua morfologia, o que

usualmente facilita a sua classificação fisiológica. É importante ressaltar que essa técnica não

fica limitada ao estudo das células ganglionares, pois por ser uma técnica de registro

intracelular, outras células da retina também podem ser estudadas, mesmo aquelas que não

113

disparem potencial de ação. Vários tipos celulares na retina de humanos (e.g. DACEY &

PETERSEN, 1992) e antropóides não-humanos (e.g. DACEY & LEE, 1994) e vertebrados

inferiores (e.g. AGUIAR et al., 2006) têm sido estudados morfologicamente e/ou

funcionalmente mediante o uso desse método e variantes.

Uma forma de facilitar a classificação eletrofisiológica das células

ganglionares retinianas com o método do registro unitário extracelular in vivo é pela medição

da latência da condução antidrômica, a qual consiste em inserir com o auxílio de coordenadas

estereotáxicas, eletródios de estimulação no quiasma óptico. No Macaca, esse procedimento

constitui um meio confiável de distinguir as células M das P, e as latências antidrômicas

formam uma distribuição bicaudal com picos separados: a latência antidrômica média das

células M é de aproximadamente 5 ms e das células P é de 8-11 ms (Martin et al., 2001).

Como a anatomia retiniana dos catarríneos e dos platirríneos são bastante similares, pode-se

esperar que uma clara dicotomia possa ser obtida com essas medidas antidrômicas nos

platirríneos e, assim, permitir uma identificação celular inequívoca tanto em indivíduos

tricromatas quanto em dicromatas. Tal procedimento, porém, não foi empregado

presentemente e estudos posteriores poderão verificar se, de fato, essa dicotomia entre as

células M e P se mantém nos platirríneos.

4.2 CLASSIFICAÇÃO FISIOLÓGICA DAS CÉLULAS GANGLIONARES

O trabalho pioneiro de Küffler que analisou a taxa de disparos de potenciais de

ação em células ganglionares na retina de coelho para estímulos luminosos, encontrou que os

campos receptivos das células exibiam um antagonismo espacial centroperiferia. Para pulsos

temporais que incidiam somente no centro do campo receptivo, as células que respondiam

eram classificadas como células on; as células que eram inibidas pelos pulsos eram

classificadas como células off (KÜFFLER, 1953).

Dezesseis anos depois, em 1968, Peter Gouras registrou células ganglionares

do Macaca e as classificou em dois tipos de acordo com a duração da resposta ao estímulo

luminoso: fásica, para células que mostraram uma rápida descarga de potenciais de ação

mesmo para estímulos prolongados; e tônica, para células que apresentaram uma descarga de

potenciais de ação que era mantida com a duração do estímulo. Dacey e Lee, em 1994,

mostraram na retina do Macaca que as células com resposta fásica e tônica correspondem,

respectivamente, às classes morfológicas de células ganglionares M e P; mostraram também

que as células ganglionares com campos receptivos on e off correspondem as células M e P

114

que estratificam nas lamelas internas e externas da camada plexiforme interna,

respectivamente (DACEY & LEE, 1994).

Essas classes celulares, M e P, têm sido encontradas e caracterizadas por

estudos morfológicos na retina do Cebus, Aotus e do Alouatta, apresentando uma grande

semelhança com primatas do Velho Mundo, como o Macaca, no que concerne à presença dos

mesmos tipos celulares na retina (Ver SILVEIRA et al., 2003, para uma revisão sobre o

assunto). Os resultados deste trabalho são semelhantes a estudos anteriores na retina de Cebus

dicromatas (LEE et al, 2000; SILVEIRA et al., 2000) e na retina (SILVEIRA et al., 2000;

SAITO et al., 2001) e no LGN (USREY & REID, 2000; KILAVIK et al., 2001; XU et al.,

2001) de Aotus e estão de acordo com os achados morfológicos, corroborando que a

classificação fisiológica das células ganglionares da retina em on ou off e fásicas ou tônicas

proposta inicialmente para antropóides do Velho Mundo também pode ser extrapolada para

antropóides do Novo Mundo.

4.3 A PROVÁVEL TRICROMACIA DO ALOUATTA

O Alouatta possui um sistema visual com uma característica intrigante:

semelhante ao Aotus, o Alouatta não segue o padrão de polimorfismo sexual de visão de cores

encontrado em outros platirríneos (JACOBS et al., 1996). Porém, esse gênero não é

monocromata e noturno, como o Aotus. O Alouatta possui hábitos diurnos e aparenta ser

tricromata. É um antropóide herbívoro, consumindo folhas e frutos na copa das árvores.

Os resultados de experimentos eletrorretinográficos conduzidos nesses animais,

liderados por Gerald Jacobs, mostram que não há diferenças de sensibilidade espectral entre

os indivíduos machos e fêmeas (JACOBS et al., 1996). Esse estudo foi o primeiro a indicar a

presença de dois fotorreceptores M e L na retina desse antropóide, resultado esse validado

posteriormente por um estudo genético (DULAI et al., 1999).

Os resultados do presente trabalho estão de acordo com esses estudos

supracitados: as células tônicas do Alouatta são responsivas a estímulos cromáticos e suas

respostas puderam ser modeladas como uma soma de dois fotorreceptores M e L, com picos

de absorção espectral em, respectivamente, 530 nm e 562 nm, valores adotados a partir do

trabalho de Jacobs et al., 1996a.

4.4 DETERMINAÇÃO DO FOTORRECEPTOR M/L PRESENTE NA RETINA

DE CEBUS DICROMATAS

115

Os protocolos de fase e de fotometria com flicker heterocromático têm sido

usados para determinar o fotorreceptor M/L presente em antropóides do Novo Mundo, nas

células ganglionares da retina de Cebus (LEE et al., 2000; SILVEIRA et al., 2000) como nas

células do LGN de Callithrix jacchus (YEH et al., 1995). Em ambos os trabalhos, usando

macacos dicromatas e tricromatas, foi possível definir a partir da resposta fisiológica o

fotorreceptor M/L presente na retina desses primatas, sendo que o fenótipo encontrado

eletrofisiologicamente foi confirmado a posteriori através de genética molecular e/ou através

de microespectrofotometria (Lee et al., 2000).

No presente estudo, usando essa mesma abordagem fisiológica, foi possível

identificar qual o fotorreceptor M/L presente na retina tanto do indivíduo macho quanto da

fêmea de Cebus. Os valores dos picos de absorção dos fotorreceptores que foram usados neste

trabalho foram os mesmos usados por Lee e colaboradores para um estudo anterior das células

ganglionares de Cebus dicromatas e tricromatas (LEE et al., 2000). O Cebus macho,

apresentou um fotorreceptor M/L com λ

max

de 535 nm. A fêmea de Cebus, que tinha uma

grande chance de ser tricromata (> 60%), apresentou somente um fotorreceptor M/L com λ

max

de 563 nm. Este resultado pode ser verificado, comparando as respostas obtidas em ambos os

paradigmas, com os modelos matemáticos das respostas esperadas pelos fotorreceptores com

os picos de absorção espectral descritos acima. Para a fotometria com flicker heterocromático,

a razão entre os LEDs que provoca uma resposta mínima da célula pode ser usada diretamente

para predizer o fotorreceptor para um animal dicromata. Para o paradigma de fase, o perfil da

amplitude e da fase da resposta são indicadores do fotorreceptor presente, com duas vantagens

sobre o método anterior: a fase da resposta é uma medida mais robusta, mesmo quando a

amplitude da resposta esteja baixa; e a definição do fotorreceptor é feita usando todos os

valores registrados ao invés de somente um valor de mínimo da resposta, como no protocolo

da fotometria com flicker heterocromático.

Como um teste adicional para a validação dos fotorreceptores encontrados,

tentou-se usar modelos matemáticos provenientes de fotorreceptores M/L com λ

max

diferentes

daqueles originalmente aplicados. Por exemplo, para o fenótipo de 563 nm foi tentada a

interpolação da resposta com os modelos dos fotorreceptores de 535 nm ou de 548 nm, ambos

fotorreceptores possíveis de estarem presentes (individualmente) na retina deste Cebus. Para

todas as células estudadas, o valor da soma dos quadrados das diferenças (SQD) obtido com

qualquer um dos fotorreceptores de 535 nm ou d e548 nm, foi maior do que o valor obtido

para o fotorreceptor originalmente proposto (563 nm), para todas as condições de teste e para

116

os dois protocolos de estimulação. Para o outro Cebus, o macho com fotorreceptor M/L de

max

=535 nm, todas as células estudadas, para todas as condições de teste e para ambos os

paradigmas, mostraram um aumento no SQD quando interpoladas com o modelo para

fotorreceptor M/L de λ

max

=563 nm; quando interpoladas com um fenótipo de 548 nm,

algumas células apresentaram uma pequena diminuição do SQD, porém retornaram valores

inválidos para os parâmetros encontrados pelo método da interpolação. Isto foi observado

para alguns registros do paradigma de fotometria com flicker heterocromático e foi

interpretado como uma convergência errônea do algoritmo para fotorreceptores que

apresentem uma sensibilidade próxima ao fotorreceptor real. Ambos os fotorreceptores M/L

com λ

max

=535 nm e λ

max

=563 nm possuem uma maior sensibilidade ao LED verde do que ao

LED vermelho. Graças a esta semelhança qualitativa na sensibilidade, o perfil de amplitude

dos dois fotorreceptores para o paradigma de fotometria com flicker heterocromático são mais

parecidos entre si, do que com o perfil do fotorreceptor de λ

max

=563 nm.

4.5 APLICAÇÃO DOS PARADIGMAS DE FOTOMETRIA COM FLICKER

HETEROCROMÁTICO E DO PARADIGMA DE FASE PARA ESTUDAR AS CÉLULAS

GANGLIONARES DO AOTUS

Estudos comportamentais, eletrofisiológicos com potenciais de massa

(eletrorretinograma, ERG) e a análise genética confirmaram que o Aotus, o único antropóide

noturno vivo, é monocromata (JACOBS et al., 1993; JACOBS et al., 1996) com somente um

fotorreceptor M/L funcional, com λ

max

=543 nm. Mesmo os cones S, cujo gene é autossômico,

não são expressos por este primata. O Aotus possui um gene para o fotorreceptor S que é

homólogo ao encontrado em humanos mas esse gene possui uma mutação genética que

impede a sua expressão (JACOBS et al., 1996). Os presentes resultados mostram que a

resposta da célula ganglionar do Aotus para os paradigmas propostos pode ser modelada de

maneira análoga como foi realizada para o Cebus, considerando uma interação entre um

fotorreceptor cone M/L, com um pico de absorção espectral em 543 nm, e um fotorreceptor

bastonete com λ

max

=500 nm (SILVEIRA et al., 2000; SAITO et al., 2001).

Um estudo recente de Jacobs & Deegan II, 2003, usando ERG encontrou um

valor ligeiramente diferente (544,65 nm) para o λ

max

do fotorreceptor M/L presente na retina

do Aotus (JACOBS & DEEGAN II, 2003). Um modelo matemático usando esse fotorreceptor

foi testado, mas de acordo com observações prévias usando variações de poucos nanômetros

nos picos de absorção espectral dos fotorreceptores, não houve mudanças significativas nos

117

resultados pois os valores da sensibilidade do fotorreceptor aos LEDs verde e vermelho

sofrem pouca alteração (Lee, comunicação pessoal).

4.6 EFEITO DA FREQÜÊNCIA TEMPORAL NA CONTRIBUIÇÃO DOS

CONES E BASTONETES PARA A RESPOSTA DA CÉLULA GANGLIONAR

Estudos fisiológicos anteriores mostraram a contribuição dos sinais de cones e

de bastonetes para a resposta de células ganglionares da retina de antropóides do Velho e do

Novo Mundo (Macaca: Gouras & Link, 1966; Lee et al., 1997; Cebus: Lee et al., 2000;

Silveira et al., 2000; Aotus: Silveira et al., 2000; Saito et al., 2001) e no LGN de antropóides

do Novo Mundo (Callithrix jacchus: Weiss et al., 1998; Yeh et al., 1995; Aotus: Kilavik et

al., 2001). Na retina de Macaca, os resultados mostraram uma alta contribuição de sinais de

bastonetes somente para as células fásicas sendo esta contribuição mais visível em baixas

condições de iluminância retiniana, cerca de 20 Td (Lee et al., 1997).

As células do LGN de Callithrix, apresentaram respostas com alta contribuição

de bastonetes tanto para as células M, quanto para as células P (Yeh et al., 1995). O trabalho

de Weiss et al., em 1998, também apresentou células M e P do LGN de Callithrix com uma

alta contribuições de bastonetes mesmo sob altas iluminâncias; em excentricidades superiores

a 20 graus, as células M recebem uma maior interação dos bastonetes que as células P na

mesma excentricidade. As células registradas no LGN do Aotus mostraram uma maior

dominação por bastonetes do que por cones (Kilavik et al., 2001).

Não foram encontradas evidências dessa forte contribuição dos bastonetes no

Alouatta. As respostas desse antropóide puderam ser estudadas e modeladas como sendo o

produto unicamente de dois fotorreceptores cones M e L.

Na retina de Cebus, Lee e colaboradores encontraram células ganglionares M

com alta contribuição de bastonetes (baixo índice de interação cone-bastonete), mesmo sob

2000 Td. Apesar de não ter sido possível um estudo semelhante para as células P da retina de

Cebus, estas evidências da retina e do LGN de antropóides do Novo Mundo são contrastantes

com os achados na retina de primatas catarríneos. Silveira e colaboradores, em 2001,

mostraram que as células da retina do Aotus também são fortemente dominadas por bastonetes

(Silveira et al., 2001) mesmo sob altas condições de iluminância retiniana e em altas

freqüências temporais. Os resultados do presente trabalho também concordam com uma

diferença entre a contribuição dos cones e dos bastonetes nas células ganglionares retinianas

de antropóides platirríneos e catarríneos, os primeiros apresentando uma maior contribuição

dos bastonetes à reposta celular mesmo sob altas condições de iluminância retiniana,

118

especialmente o Aotus. Com o aumento da freqüência temporal, ocorre um aumento dos

valores dos índices de interação cone-bastonete, o que pode ser atribuído a uma maior

contribuição dos cones para a resposta da célula, em concordância com a maior resolução

temporal dos cones (MacLeod, 1972).

4.7 POR QUAL VIA PARALELA O SINAL DO BASTONETE CHEGA NA

CÉLULA GANGLIONAR?

Estudos psicofísicos (Sharpe et al., 1989) e fisiológicos (Stockman et al., 1995)

associaram a via de bastonetes através da bipolar de bastonete e da amácrina AII, como uma

via lenta de resposta, enquanto que a via de bastonete através de junções comunicantes e as

bipolares de cones, como uma via rápida de resposta de bastonete. A condição de qual via é

usada depende da iluminância ambiente: um valor de iluminância abaixo de 1 Troland

escotópico, ativa a via lenta e valores acima ativam a via rápida. Este valor limite está muito

abaixo daqueles usados no presente estudo. Portanto, os sinais dos bastonetes devem ter se

propagado através da via rápida das bipolares dos cones, para então convergirem até as

células ganglionares.

4.8 A EVOLUÇÃO DA VISÃO DE CORES NOS ANTROPÓIDES

CATARRÍNEOS E PLATIRRÍNEOS

Postula-se que dois passos foram necessários para a evolução da tricromacia,

do modo como ela é encontrada nos catarríneos (MOLLON, 1991). O primeiro passo foi uma

duplicação gênica da opsina do cone, normalmente encontrado no cromossomo X de todos os

mamíferos. Posteriormente, deve ter ocorrido uma mutação pontual para mudar a absorção

espectral das opsinas e, assim, gerar uma sensibilidade espectral diferente. De acordo com

Mollon (1991), existem três possíveis cenários para a evolução da visão de cores nos

platirríneos e nos catarríneos:

1) Os dois grupos evolveram a tricromacia separadamente;

2) O padrão de visão de cores dos platirríneos é a forma ancestral. Uma

mutação pontual na população produziu múltiplas opsinas, e então o padrão dos antropóides

do Velho Mundo evolveu por um processo de duplicação gênica, como no Alouatta.

3) Uma duplicação gênica ocorreu, e então uma (ou mais) mutação

pontual gerou o modelo encontrado nos antropóides do Velho Mundo. Esse é uma ocorrência

evolucionária comum. Nesse cenário, os platirríneos teriam perdido a tricromacia completa,

visto que essa perda de tricromacia é comum entre os não-mamíferos, e é usualmente

119

associada com um período noturno em sua evolução (MARTIN, 1990). Os platirríneos teriam

adotado o seu padrão atual quando a tricromacia tornou-se vantajosa novamente.

Hunt e colaboradores (1998), baseados em uma análise cladística das

seqüências genéticas das opsinas, sugeriram que uma evolução independente da tricromacia

nos catarríneos e nos platirríneos parece ser o caso, ou seja, alternativa número 1. Entretanto,

a anatomia e a fisiologia das retinas dos antropóides do Velho Mundo e dos paltirríneos

mostram uma alta similaridade entre si. Algumas dessas características estão associadas com a

tricromacia e acredita-se que uma evolução paralela de tais similaridades é improvável (LEE

et al., 2000), i.e., uma das outras alternativas (2 ou 3) pode ser a verdadeira. O argumento

acima foi corroborado por uma recente descoberta de que duas espécies de prosímios mostram

também polimorfismo sexual no fotopigmento M/L, como nos platirríneos, o que implica que

as características retinianas associadas com a tricromacia originaram-se antes do que se

pensava na evolução dos primatas (TAN & LI, 1999).

A tricromacia e o polimorfismo de opsinas não foram encontrado em nenhum

outro mamífero. A razão para tal ausência é incerta, mas pode ser melhor estudada com a

delimitação do porquê a tricromacia é única nos primatas. Se o desenvolvimento da

tricromacia somente necessita de uma mutação pontual para originar o padrão encontrado nos

antropóides do Novo Mundo, a presença de tricromacia deveria ser mais comum em outros

mamíferos. É possível que o desenvolvimento único nos primatas tenha exigido tanto o

desenvolvimento de múltiplas opsinas quanto da presença de substratos anatômicos e

fisiológicos para a utilização da tricromacia.

Para que a presença de duas opsinas M/L seja efetivamente usada, é necessário

que os mecanismos pós-receptorais sejam capazes de diferenciar seus sinais. Wässle e

Boycott (1991) sugeriram que uma via visual ancestral de alta resolução pôde ter

posteriormente evolvido para processar sinais cromáticos. Nessa via hipotética, o tamanho dos

centros dos campos receptivos poderia subentender poucos cones de modo que, por chance,

algumas células poderiam responder “dominadas” por um simple cone; as células com uma

substancial convergência de cones não poderiam diferenciar o sinal de múltiplas opsinas. As

vantagens fornecidas por esse sistema primitivo de oponência verde-vermelho puderam,

então, ter fornecido uma pressão seletiva para um refinamento posterior, como, por exemplo,

em direção a campos receptivos com centros subentendendo um simples cone, semelhante às

células P. Alguns autores (MARTIN, 1990) sugerem que os primatas ancestrais foram

noturnos. A adaptação para uma vida noturna levou a uma diminuição da densidade de cones

em relação aos bastonetes, como no Aotus (WIKLER & RAKIC, 1990; YAMADA et al.,

120

2001) e no Galago (WIKLER & RAKIC, 1990; YAMADA et al., 1998), e esse fato poderia

também ter favorecido uma baixa convergência de cones para células com um pequeno campo

receptivo. Em qualquer um desse eventos, alguma combinação especial de circustâncias

favoreceu um desenvolvimento da tricromacia somente nos primatas e não em qualquer outro

grupo de mamíferos. Entretanto, em um estudo recente, Jacobs e colegas conseguiram que

camundongos expressassem, além do fotorreceptor M, um fotorreceptor L, em cones

diferentes através de engenharia genética (Jacobs et al., 2007). Os resultados de testes

comportamentais sugerem que o sistema visual desses camundongos é plástico o suficiente

para usar essa nova informação cromática e que toda a circuitaria neural necessária para uma

visão tricromática já está presente nesses mamíferos (Jacobs et al., 2007).

121

5 CONCLUSÃO

Foi possível registrar, in vivo, a atividade das células ganglionares retinianas do

Alouatta, Cebus e Aotus e classificá-las eletrofisiologicamente como células fásicas e tônicas,

a partir de suas respostas aos pulsos de luminância e de cor, o que sugere que, apesar de

possuirem um modo de vida diferente, o Alouatta e o Cebus (diurnos) juntamente com o

Aotus (noturno) compartilham uma microcircuitaria retiniana contendo elementos neurais

semelhantes, provavelmente originados em um primata ancestral comum.

Em todos os platirríneos estudados, as células fásicas apresentaram um

mecanismo de controle de ganho de contraste, enquanto as células tônicas, não. Além disso,

uma comparação entre a Função de Transferência de Modulação Temporal (FTMT) obtida

tanto nas células ganglionares fásicas quanto tônicas, também mostrou que para todos os

platirríneos estudados, existe uma dicotomia funcional entre essas duas classes: as células

fásicas foram mais sensíveis aos estímulos de luminância do que as tônicas; no Alouatta,

essas últimas foram mais sensíveis aos estímulos cromáticos do que aos de luminância.

O Alouatta possui células ganglionares classificadas fisiologicamente como

fásicas (M) ou tônicas (P) na sua retina, e estas últimas apresentam oponência cromática em

seu campo receptivo. Portanto, o Alouatta possui todo o substrato fisiológico em sua retina

para a transmitir informações sobre contraste de cores para áreas superiores de processamento

cortical. Somente estudos psicofísicos em indivíduos desse gênero podem esclarecer se esse

animal faz uso dessas informações (e.g. como o estudo feito em Callithrix com uma

adaptação do Teste de Mollon-Reffin, Mancuso et al., 2006).

A variação da contribuição dos cones e dos bastonetes para a reposta celular ao

longo das freqüências temporais encontrada nas células ganglionares da retina de Aotus, bem

como a sua sensibilidade à iluminação ambiente, sugerem que a retina deste primata evolveu

para trabalhar em um ambiente noturno, maximizando a sensibilidade à luminância de suas

células, provavelmente às custas de uma precisão espacial menor, pois suas células

ganglionares são maiores do que as do Cebus em todas as excentricidades retinianas

(SILVEIRA et al., 2003). Um estudo morfológico mostra que existe uma maior convergência

de bastonetes para as células ganglionares do Aotus do que para as células ganglionares do

Cebus e, por outro lado, a convergência de cones é bem similar para ambos os primatas

(YAMADA et al., 2001). Os resultados do presente trabalho, mostrando a presença de células

ganglionares com um baixo valor do índice de contribuição dos cones e dos bastonetes na

retina do Aotus é um indicativo fisiológico de que a convergência de bastonetes para as

células ganglionares deste primata é maior do que nos primatas diurnos, Alouatta e Cebus.

122

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