ads:
DESENVOLVIMENTO REPRODUTIVO DO
CAFEEIRO: ANATOMIA DE VASOS DO XILEMA E
DINÂMICA DE CARBOIDRATOS
JOÃO PETERSON PEREIRA GARDIN
2006
ads:
Livros Grátis
http://www.livrosgratis.com.br
Milhares de livros grátis para download.
JOÃO PETERSON PEREIRA GARDIN
DESENVOLVIMENTO REPRODUTIVO DO
CAFEEIRO: ANATOMIA DE VASOS DO XILEMA E
DINÂMICA DE CARBOIDRATOS
Tese apresentada à Universidade Federal
de Lavras como parte das exigências do
curso de doutorado em Agronomia, área
de concentração em Fisiologia Vegetal,
para a obtenção do título de “Doutor”.
Orientadora
Professora Angela Maria Soares
LAVRAS
MINAS GERAIS – BRASIL
2006
ads:
Ficha Catalográfica Preparada pela Divisão de Processos Técnicos
da Biblioteca Central da UFLA
Gardin, João Peterson Pereira.
Desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro: anatomia de vasos
do xilema e dinâmica de carboidratos / João Peterson Pereira
Gardin. -- Lavras : UFLA, 2006.
105 p. : il.
Tese (Doutorado) – Universidade Federal de Lavras, 2006.
Orientador: Angela Maria Soares.
Bibliografia.
1. Café. 2. Desenvolvimento reprodutivo. 3. Anatomia do
xilema. 4. Metabolismo de carboidratos. I. Universidade Federal de
Lavras. II. Título.
CDD – 583.520416
JOÃO PETERSON PEREIRA GARDIN
DESENVOLVIMENTO REPRODUTIVO DO
CAFEEIRO: ANATOMIA DE VASOS DO XILEMA E
DINÂMICA DE CARBOIDRATOS
Tese apresentada à Universidade Federal
de Lavras como parte das exigências do
curso de doutorado em Agronomia, área
de concentração em Fisiologia Vegetal,
para a obtenção do título de “Doutor”.
APROVADA em 7 de dezembro de 2006.
Dr. Alessandro Carlos MesquitaUFLA
Prof. Dr. Fábio Akira Mori UFLA
Dra. Fátima Conceição RezendeUFLA
Prof. Dr. Nelson Delú Filho FAFIBE
Professora Angela Maria Soares
DBI/UFLA
(Orientadora)
LAVRAS
MINAS GERAIS – BRASIL
A meus pais, Darcy Gardin e Neiva Pereira Gardin,
A minha irmã, Nilva Gardin Martins e meu cunhado Cláudio Martins,
A minha esposa, Josy Alvarenga Carvalho Gardin
DEDICO
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus, por me iluminar nos caminhos mais difíceis e por
nunca deixar que eu desista dos meus objetivos.
Agradeço a minha família, que é o meu pilar de sustentação, com
tecnologia japonesa resistente a terremotos.
Agradeço a sogra, sogro, Ju e Ju, por serem minha família em Lavras.
Agradeço a minha esposa, Josy, pelo amor, carinho e compreensão em
todos os momentos.
Agradeço a minha orientadora, Angela Soares, pessoa fantástica, exemplo
de profissional, excelente caráter, simplicidade, honestidade, enfim, esta
página é pequena para falar bem de você.
Agradeço pelos novos amigos que fiz nesta caminhada, os quais
contribuíram muito para o meu crescimento, em especial os amigos da
Fisiologia Vegetal.
Agradeço a todos os professores e funcionários da UFLA, em especial os
da Fisiologia Vegetal, pelo crescimento proporcionado neste período.
Agradeço ao professor Júlio Sílvio de Sousa Bueno Filho, pela realização
da análise estatística da tese e por despertar o meu interesse para fazer
minhas próprias análises.
Agradeço aos professores Evaristo Mauro de Castro e Fábio Akira Mori,
por terem proporcionado a realização dos estudos de anatomia.
Á Fapemig, pela concessão da bolsa sem a qual não seria possível este
trabalho.
À Embrapa/PNP&D/Café, pelo apoio financeiro à pesquisa.
SUMÁRIO
RESUMO...............................................................................................................i
ABSTRACT .........................................................................................................ii
1. INTRODUÇÃO............................................................................................1
2. REFERENCIAL TEÓRICO.........................................................................3
2.1. O cafeeiro: a cultura e alguns aspectos fenológicos ................................3
2.2. Desenvolvimento do cafeeiro: uma abordagem hidráulica......................7
2.2.1. Aspectos hidráulicos do ramo .............................................................7
2.2.2. Aspectos hidráulicos do fruto..............................................................9
2.3. Desenvolvimento do fruto: uma abordagem bioquímica.......................12
2.3.1. Invertases...........................................................................................15
2.3.2. SUSY.................................................................................................17
3. MATERIAL E MÉTODOS........................................................................20
3.1. Área do estudo .......................................................................................20
3.2. Características avaliadas........................................................................21
3.2.1. Experimento I: Efeito da irrigação e da posição na planta nas
características anatômicas dos ramos e dos frutos do cafeeiro ...........................21
3.2.2. Experimento II: Caracterização do sistema vascular de frutos em
crescimento .........................................................................................................23
3.2.3. Experimento III: Aspectos bioquímicos associados a eventos
reprodutivos do cafeeiro .....................................................................................24
3.3. Análise estatística ..................................................................................32
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO................................................................33
4.1. Experimento I: Efeito da irrigação e posição na planta nas características
anatômicas dos ramos e dos frutos do cafeeiro...................................................33
4.1.1. Características dos ramos ..................................................................33
4.1.2. Características dos frutos...................................................................39
4.2. Experimento II: Caracterização do sistema vascular de frutos em
crescimento .........................................................................................................52
4.3. Experimento III: Aspectos bioquímicos associados a eventos
reprodutivos do cafeeiro .....................................................................................61
4.3.1. Metabolismo de carboidratos em folhas, ramos, gemas e frutos de
café arábica: análise do conteúdo nos tecidos.....................................................61
4.3.2. Metabolismo de carboidratos em folhas, ramos, gemas e frutos de
café arábica: análise da atividade enzimática nos tecidos...................................72
5. CONCLUSÕES ..........................................................................................81
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................82
7. ANEXOS ....................................................................................................93
7.1. Experimento I ........................................................................................93
7.2. Experimento II.......................................................................................95
7.3. Experimento III......................................................................................97
RESUMO
GARDIN, João Peterson Pereira. Desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro:
anatomia de vasos do xilema e dinâmica de carboidratos. 2006. 104p. Tese
Doutorado em Fisiologia Vegetal) – Universidade Federal de Lavras, Lavras,
MG*.
O cafeeiro é uma espécie de grande importância econômica para o Brasil e a
constante melhoria das condições de cultivo e dos conhecimentos sobre esta
cultura não dispensa estudos. Muitos aspectos anatômicos do xilema de ramos e
frutos e metabólicos relacionados ao desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro
ainda são pouco estudados. Em hipótese, o desenvolvimento diferencial do
xilema nas gemas poderia refletir em desuniformidade do florescimento e um
desenvolvimento desigual do xilema no pedúnculo do fruto. Isso possivelmente
afetaria o crescimento dos frutos, proporcionando tempos diferentes para que
este atinja seu tamanho potencial, gerando pequena uniformidade de crescimento
o que acarretaria uma desuniformidade de maturação. O metabolismo dos
carboidratos em ramos, folhas, gemas e frutos, estudado em conjunto durante o
período reprodutivo do cafeeiro, serve de auxílio na compreensão do
florescimento. Neste contexto, foram realizados experimentos que permitiram
abordar diferentes aspectos do desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro, cujos
objetivos foram: Experimento I - verificar a influência da irrigação e da posição
na planta, no desenvolvimento do xilema em ramos e em frutos do cafeeiro;
Experimento II - verificar a influência do número e do diâmetro de vasos do
xilema no crescimento dos frutos e Experimento III - estudar o metabolismo dos
carboidratos em folhas, ramos e gemas, durante o desenvolvimento das gemas
florais do cafeeiro. A maior área de parede celular e, conseqüentemente, de
menor área de lúmem foi encontrada no tratamento não irrigado oeste, o qual
apresentou também o maior número de vasos por milímetro quadrado. Já o
tratamento irrigado leste apresentou maturação dos frutos mais rápida e mais
uniforme que os demais tratamentos avaliados. Foi observado, em locais do
ramo com vasos numerosos, que o diâmetro destes vasos é menor e que existe
uma tendência de aumento do número e diminuição do diâmetro dos vasos do
xilema do pedúnculo dos frutos, conforme aumenta o estádio de maturação
desses frutos. Ainda, os maiores valores de número e diâmetro dos vasos no
pedúnculo de frutos do cafeeiro proporcionam maior crescimento dos frutos e
esta característica é definida antes da antese. Frutos oriundos de mesma florada
no mesmo nó podem crescer diferencialmente, de acordo com as condições
hidráulicas impostas pelo número e pelo diâmetro dos vasos do pedúnculo
desses frutos. As reservas de amido da folha e da gema são importantes no
crescimento das gemas, no entanto, a mobilização do amido do ramo no período
i
reprodutivo do cafeeiro não ocorre. Durante o desenvolvimento das gemas
ocorre acúmulo de AST indicando alta atividade metabólica. No período
próximo à abertura das flores, os principais carboidratos acumulados são glicose
e frutose. As invertases e a SUSY são enzimas importantes no período de
desenvolvimento das gemas do cafeeiro. Estas enzimas ajudam a manter a
relação sacarose/(glicose+frutose) baixa na gema, para que ocorra um gradiente
de sacarose em direção a este tecido dreno. O baixo conteúdo de sacarose na
gema deve-se, principalmente, à atividade da INC. A IAPC e a SUSY são as
principais enzimas de degradação de sacarose no fruto de cafeeiro em estádio de
expansão. A atividade da INC em ramos de cafeeiro não foi detectada.
* Comitê orientador: Profa. Angela Maria Soares – DBI/UFLA (Orientadora); Prof. José Donizeti Alves –
DBI/UFLA; Prof. Evaristo Mauro de Castro – DBI/UFLA; Prof. Júlio Sílvio de Sousa Bueno Filho –
DEX/UFLA; Prof. Amauri Alves de Alvarenga – DBI/UFLA.
ii
ABSTRACT
GARDIN, João Peterson Pereira. Reproductive development of coffee shrub:
vessel anatomy and carbohydrate dynamic. 2006. 104p. Thesis (Doctorate in
Plant Physiology) – Universidade Federal de Lavras, Lavras, MG*.
The coffee tree is a species of great economic importance and its related
hydraulic and metabolic aspects to the reproductive development of the coffee
tree still little studied. In hypothesis, the differential development xylems in
buds could reflect the unevenness in flowering and an uneven development of
xylem in the pedicel of fruit. This will possibly affect the growth of fruits,
providing different times so that it reaches its potential size, generating small
uniformity of growth which would unevenness of maturation. The metabolism
of carbohydrates in branches, leaves, buds and fruit, studied together during the
reproductive period of coffee, serves as an aid in the understanding of flowering.
Thus, the objectives of this work had been to verify the influence of the
irrigation and branches positions in the plant, in the development of xylem in
branches and fruits of the coffee tree; to verify the influence of the number and
diameter of vases of xylem in the fruits in growth and, finally, to study the
metabolism of the carbohydrates in levels, branches and buds, during the
development of floral buds. The largest area of the cell wall and, consequently, a
smaller area of lumem was found in the treatment not irrigated west, which also
presented the largest number of vessels per square millimeter. Already the
treatment irrigated east presented and fruit faster and more uniform than the
other treatments assessed. It was observed in the local branches with numerous
vessels, that the diameter of these vessels are smaller and there is a tendency to
increase the number and decrease the diameter of the xylem vessels of the fruits
pedicel, as increases the level of maturation of these fruits. Still, the highest
numbers and diameter of vessels in fruit pedicels of coffee tree fruit provide
further growth of fruit and this characteristic is defined before anthesis. Fruit
from the same flowering same node can grow differentially, according to the
hydraulic conditions imposed by the number and the vessel diameter in the fruits
pedicel. The starch reserves of the leaf and the buds are important in phase 2,
when the growth of buds occurs, however the starch mobilization in the branch
does not occur. During the development of the buds occurs accumulation of
AST indicating high metabolic ratio. In the period next the opening to the
flowers the main accumulated carbohydrates is glucose and fructose. The
ii
sucrose content in the buds decrease with the development and the main
responsible enzyme for the degradation, in the bud, is the INC. Invertases acid of
wall cells is important in addition sucrose in the fruits in expansion stadium. The
INC does not have activity in coffee tree branches.
* Guidance Commettee: Profa. Angela Maria Soares – DBI/UFLA (Orientadora); Prof. José Donizeti Alves –
DBI/UFLA; Prof. Evaristo Mauro de Castro – DBI/UFLA; Prof. Júlio Sílvio de Sousa Bueno Filho –
DEX/UFLA; Prof. Amauri Alves de Alvarenga – DBI/UFLA.
iii
1
1. INTRODUÇÃO
O crescimento do cafeeiro, em muitas áreas de produção tropical e
subtropical, é caracterizado pelo pequeno sincronismo do desenvolvimento
floral e por um prolongado período de colheita. Durante o período seco, frutos
maduros, grandes e pequenos frutos verdes, flores e gemas, em diferentes
estádios de desenvolvimento, podem ser encontrados na mesma planta. Vários
desses estádios podem ocorrer em um simples nó.
No Brasil, o amadurecimento dos frutos ocorre em um período de até
quatro meses. Conseqüentemente, a colheita se estende por este período, pois
uma colheita uniforme ainda não foi possível ser desenvolvida, sendo
necessários avanços da pesquisa em busca da sincronização floral e a
conseqüente sincronização da maturação dos frutos.
Existe uma diferença nos tecidos do xilema durante o desenvolvimento
das gemas. Em alguns estádios, verifica-se somente presença de xilema primário
enquanto que, em outros, já se observa o desenvolvimento de xilema secundário.
Alguns autores afirmam que, em estádios em que o xilema está mais
desenvolvido, as gemas são sensíveis ao déficit hídrico e podem ser induzidas ao
florescimento. Em hipótese, o desenvolvimento diferencial do xilema nas gemas
poderia refletir na desuniformidade do florescimento e em um desenvolvimento
desigual do xilema no pedúnculo do fruto. Isso, possivelmente, afetaria o
crescimento dos frutos, proporcionando tempos diferentes para que ele atinja seu
tamanho potencial, gerando pequena uniformidade de crescimento, refletindo em
desuniformidade de maturação.
De acordo com esta hipótese, o número e o diâmetro dos vasos do
xilema afetam a condutividade hidráulica na planta, afetando o crescimento e o
desenvolvimento dos frutos. Em outras espécies, tais como videira e tomate, têm
2
sido realizados estudos nesse sentido, nos quais se verificou que limitações
hidráulicas podem ser substancialmente influenciadas pelo comprimento dos
condutos do xilema, número e diâmetro.
Além dos aspectos anatômicos dos ramos, a produção do cafeeiro pode
ser influenciada por alterações bioquímicas durante o desenvolvimento das
gemas, tornando importante o estudo do metabolismo dos carboidratos nesta
fase reprodutiva. As plantas produzem carboidratos na fotossíntese e, depois, os
distribuem para tecidos dreno, tais como gemas e frutos. Na produção agrícola,
os drenos são, quase sempre, as partes economicamente mais importantes da
planta. As gemas e os frutos são definidos como drenos de alta prioridade em
relação a drenos alternativos (folhas jovens), no contexto de competição por
assimilados e são escassas as informações disponíveis sobre o metabolismo de
carboidratos nesses tecidos.
Diante do exposto, foram desenvolvidos experimentos cujos objetivos
foram: Experimento I - verificar a influência da irrigação e posição na planta, no
desenvolvimento do xilema em ramos e frutos do cafeeiro; Experimento II -
verificar a influência do número e do diâmetro de vasos do xilema no
crescimento dos frutos e Experimento III - estudar o metabolismo dos
carboidratos em folhas, ramos e gemas, durante o desenvolvimento das gemas
florais do cafeeiro. Espera-se, assim, desenvolver conhecimentos que possam
contribuir para o desenvolvimento de técnicas de manejo adequadas para uma
maior produção ou com frutos de melhor qualidade.
3
2. REFERENCIAL TEÓRICO
2.1. O cafeeiro: a cultura e alguns aspectos fenológicos
No mundo, existem cerca de 100 espécies de cafeeiros, das quais apenas
duas são importantes economicamente, Coffea arabica L. (café arábica) e Coffea
canephora Pierre (café robusta) e têm grande cotação no mercado internacional
(Fazuoli, 1986). No Brasil, o café arábica representa 76,4% da produção total de
2006 (31,02 milhões de sacas) e o robusta, 23,6% (ou 9,60 milhões de sacas).
Minas Gerais continua sendo o principal estado produtor, com 49,5% do total,
praticamente só de café arábica.
O cafeeiro é uma planta de crescimento contínuo que apresenta ramos
que crescem verticalmente, chamados de ortotrópicos, os quais dão origem a
folhas, outros ramos ortotrópicos e ramos plagiotrópicos, os quais crescem
horizontalmente, formando um ângulo de 45° a 90° com o ortotrópico e dão
origem a folhas, outros plagiotrópicos (primários, secundários e de maior
ordem), flores e frutos (Melo et al., 1998). Assim, os ramos plagiotrópicos
produtivos são de grande importância e o conhecimento das características
anatômicas, fenológicas e bioquímicas de todos os componentes deste ramo
(folhas, flores, frutos e o próprio ramo) pode contribuir para o desenvolvimento
de novas técnicas de manejo que o tornem mais produtivo ou com frutos de
melhor qualidade.
O café arábica tem seu centro de origem na Etiópia, onde cresce
permanentemente sob sombreamento em hábitat de florestas tropicais (Kumar,
1979). Mas, no Brasil, o cafeeiro tem sido cultivado economicamente a pleno
sol, o que acarreta problemas, como a superprodução e o conseqüente
esgotamento das plantas durante os primeiros anos, até que o auto-
sombreamento diminua esse efeito. Além disso, Soares et al. (2005) destacam
4
que outro problema da cultura é a falta de uniformidade da floração, que tem
implicações diretas na uniformidade de maturação dos frutos de café e, por sua
vez, terá grande influência na organização e na redução dos custos da colheita,
bem como na qualidade final do produto. Dessa forma, esses autores afirmam
que o conhecimento de técnicas viáveis de uniformização da floração é de
fundamental importância para o cafeicultor, mas ainda são poucos e não
conclusivos os estudos nesse sentido.
Alguns avanços foram obtidos por Crisosto & Grantz (1992) que
classificaram fenologicamente as fases reprodutivas do cafeeiro em sete distintos
estádios, como segue: E1=gema vegetativa, E2=botão floral indiferenciado de
cor verde, E3=botões florais em desenvolvimento, sobressaindo às estípulas,
E4=botões florais de cor verde-clara, no estádio de dormência, E5=Botões
florais de cor branca, próximos à abertura, E6=flores e E7=pequenos frutos.
Com isso, Crisosto et al. (1992) observaram a marcante distinção entre os
estádios 3 e 4 em relação à suscetibilidade ao déficit hídrico. Mesmo que os
estádios 3 e 4 aparecem no mesmo nó, isso indica que características anatômicas
estão correlacionadas com estádios de desenvolvimento das gemas.
Estes mesmos autores, investigando esta possibilidade com referência
particular à diferenciação do xilema em gemas, verificaram que, nos estádios 1 a
3 ocorria somente um desenvolvimento vascular primário e, nos estádios 4, 5 e 7
ocorria a formação de tecido vascular secundário. Dessa forma, verificaram uma
clara distinção dos estádios 1, 2 e 3, em que a seca seguida de re-irrigação não
foi efetiva ao estímulo ao florescimento e o estádio 4, no qual o estímulo foi
observado. Neste estádio ocorreu paralelamente a diferenciação do tecido
vascular secundário, o qual não ocorreu no estádio 3.
Contudo, gemas com tecido vascular formado apresentam resposta,
sendo induzidas à floração pelas condições ambientais normalmente impostas
5
(déficit hídrico). No entanto, mais estudos são necessários para melhorar a
compreensão dos mecanismos que expressam esta resposta de florescimento.
Plantas de cafeeiro florescem ao mesmo tempo numa determinada área
geográfica, no entanto, ocorre um número variável de florações, desde umas
poucas no Brasil, até várias ao longo do ano na Colômbia (Guimarães &
Mendes, 1996). Na tentativa de explicar este fenômeno, diversos autores relatam
a importância de um déficit hídrico para a quebra da dormência dos botões
florais, destacando-se que o déficit deve ser contínuo e seguido de uma chuva
para promover o crescimento desses botões e abertura floral. Outro fator
importante destacado é a presença de folhas nos nós, próximo às gemas, pois são
importantes para o desenvolvimento das mesmas. Nesse sentido, torna-se
importante o estudo do metabolismo nas folhas e ramos próximos as gemas, para
melhor compreender este fenômeno.
Em condições naturais, no período entre a quebra da dormência dos
botões florais e a antese, transcorrem de 7 a 15 dias (Frederico & Maestri, 1970).
Neste curto período, os elementos condutores do pedicelo floral são formados
intensamente, ampliando o lúmen dos vasos do xilema (Astegiano, 1984). Este
mesmo autor, estudando a movimentação da água e a quebra da dormência dos
botões florais do cafeeiro, concluiu que a presença de folha aumenta o ingresso
de água para os botões.
Nesse sentido, Barros et al. (1978) sugeriram que as condições que
podem promover a abertura floral no cafeeiro são: queda rápida de temperatura,
independentemente da ocorrência de déficit hídrico, chuvas abundantes ou
irrigações após um longo período de seca e as quedas bruscas de temperatura,
seguidas por suprimento de água, tanto sob a forma de chuvas quanto de
irrigação, complementar ou sinergicamente.
Aparentemente, existe sinergismo entre os fatores climáticos, como
precipitações, temperatura e déficit de vapor, agindo sobre o desenvolvimento
6
do botão floral, o que leva à antese quando estes se encontram no estádio 4
(Soares et al., 2005). Os mesmos pesquisadores ainda consideram que a
adequação da aplicação do déficit hídrico aos estádios de desenvolvimento do
botão floral pode vir a ser o fato crucial para obtenção de floradas uniformes,
sem afetar a produtividade do cafeeiro e melhorando a qualidade dos grãos.
No gênero Coffea, o tamanho do grão é proporcional ao tamanho do
fruto e o tempo para o desenvolvimento do fruto, entre a antese e o completo
amadurecimento, varia de 10 a 12 semanas, em C. racemosa, a mais de um ano
em C. liberica. Para as espécies de alto valor econômico, a Coffea arabica
requer de 6 a 8 meses para o amadurecimento e a C. canephora, de 9 a 11 meses
(Cannel, 1985). O crescimento dos frutos não é sincronizado durante o
desenvolvimento, com diferentes proporções de vários tamanhos de frutos na
mesma planta, embora possivelmente relacionado com vários eventos de
florescimento que podem ocorrer em C. arabica, durante cada estação de
produção (De Castro & Marraccini, 2006). A respeito do assincronismo no
crescimento dos frutos e diferenças no comprimento do ciclo reprodutivo entre
as espécies de café, o ponto chave do desenvolvimento do fruto parece ser
idêntico, no mínimo entre as espécies comerciais (De Castro & Marraccini,
2006).
Sabe-se que o tamanho potencial do fruto depende do número de células
e de seu volume. O número de células é dependente, principalmente, de fatores
genéticos, enquanto o tamanho é altamente determinado por fatores ambientais e
fisiológicos, que controlam a expansão das células. Geralmente, a taxa de
expansão do fruto é proporcional ao fornecimento de assimilados (Ehret & Ho,
1986). Além disso, para o crescimento do fruto, é preciso que entre água na
célula para que ocorra o alongamento celular, água transportada através dos
vasos do xilema.
7
Visando à melhoria da qualidade dos frutos, a International Coffee
Organization (ICO, 2002) implementou um programa com recomendações para
países exportadores de café. Foram listadas algumas características indesejáveis
e, entre elas, o tamanho do grão foi uma das essenciais do ponto de vista
comercial, visto que grãos de uma mesma variedade podem ter preço menor,
quando estes apresentam tamanhos reduzidos (Leroy et al., 2006).
Em cafeeiro, são escassos e pouco específicos os trabalhos que
estudaram a importância do xilema no crescimento dos frutos, visando aumentar
a qualidade do produto final. Em frutos de outras espécies, a maior participação
do xilema ou do floema no transporte de água depende do estádio de
desenvolvimento do fruto (Nobel & De La Barrera, 2000). Em alguns frutos
jovens, o floema é a fonte dominante e, em outros frutos, tais como tomate (Ho
et al., 1987), maçã (Drazeta et al., 2004), kiwi (Dichio, 2003), e uva (Greenspan
et al., 1994), há clara redução na proporção de água que entra no fruto pelo
xilema quando o fruto amadurece.
2.2. Desenvolvimento do cafeeiro: uma abordagem hidráulica
2.2.1. Aspectos hidráulicos do ramo
O fluxo de seiva do xilema permite o transporte de água, de nutrientes
do solo e de hormônios para as folhas e frutos. O movimento da água das raízes
para a atmosfera é controlado pela condutividade dos componentes desta rota
hidráulica. As condutividades que afetam o fluxo hídrico na planta são a
hidráulica (condutividade da raiz e do ramo) e a difusiva (condutância
estomática). A condutividade pode mudar, mais ou menos rapidamente e
reversivelmente, para se adaptar às mudanças nas condições ambientais e ao
estresse. Em particular, a condutividade do ramo pode reagir ao estresse por um
processo “rápido”– formação de embolismo que interrompe a coluna de água e
8
reduz a condutividade (Tyree & Sperry, 1989) – e por um processo “lento” –
modificações do crescimento radial dos vasos e, como conseqüência, do
tamanho dos vasos (de acordo com a equação de Hagen-Poiseuille) (Tyree &
Ewers, 1991; Lovisolo & Schubert, 1998). Ambos os mecanismos podem,
potencialmente, afetar o transporte hídrico por todo o xilema e mudar a
disponibilidade de água (Tyree & Ewers, 1991), nutrientes e mensagens
hormonais a partir da raiz para as folhas (Davies et al., 1994).
Em ramos plagiotrópicos produtivos de cafeeiro ocorre o
desenvolvimento do xilema secundário, sendo este afetado por alguns fatores
ambientais e hormonais. O impacto que o ambiente exerce sobre a atividade
cambial reflete na diferenciação das células do xilema secundário, podendo
modificar sua estrutura e suas propriedades. Fatores como seca, inundação,
altitude, latitude e constituição do solo podem alterar significativamente a
estrutura anatômica do xilema secundário. Os elementos de vaso, por exemplo,
estão associados à eficácia e à garantia do transporte de água pela planta, sendo
diretamente afetados pelas variações na disponibilidade de água. Estudos
demonstram que os elementos de vaso são maiores e ocorrem em menor número
nas plantas em que o suprimento hídrico é adequado. Já nos vegetais sujeitos ao
déficit hídrico, os elementos de vaso são menores, mais agrupados e bastante
numerosos (Costa et al., 2004).
Urbinati (2003) admite que a diferenciação dos elementos vasculares é
controlada por um fluxo polar e basípeto de auxina, conforme afirmado por
Zimmermann & Potter (1983) e Aloni (1995), os quais explicaram mudanças no
tamanho e na freqüência dos vasos ao longo do caule. Entre elas, podem-se citar:
1) a elevada freqüência de vasos.mm
2
está associada à alta concentração de
auxina, diminuindo do ápice para a base; 2) a interrupção no fluxo de auxina ao
longo do caule causa aumento local em sua concentração, promovendo o
aumento do número de vasos naquele local; 3) a duração da diferenciação de
9
vasos aumenta do ápice em direção à base da árvore; 4) o diâmetro dos vasos é
regulado pela taxa de diferenciação: de uma rápida diferenciação resultam vasos
estreitos e de uma diferenciação mais lenta resultam vasos largos.
2.2.2. Aspectos hidráulicos do fruto
Possivelmente, a água requerida para alongamento e transpiração dos
frutos do cafeeiro, como na maioria dos órgãos de outras plantas, entra pelo
xilema. Já em tomate foi verificado que, durante o desenvolvimento do fruto,
90% de toda água entra no fruto é via floema e que a água importada via xilema
cessa quase completamente aproximadamente 20 dias após a antese (Ehret &
Ho, 1986; Ho et al., 1987).
Conforme citado anteriormente, Crisosto et al. (1992) demonstram
distinta diferença nos tecidos do xilema nos estádios 3 e 4 das gemas do cafeeiro
e, neste caso, se não ocorrer uniformização do número e do tamanho dos vasos
do xilema, pode refletir no tamanho dos frutos e também na uniformidade de
maturação. Este fato justifica a importância de estudos que detectem as
diferenças no número e no diâmetro de vasos, em frutos em crescimento na
planta, inclusive em frutos do mesmo nó.
Esta diferença no número e no diâmetro dos vasos de xilema no
pedúnculo dos frutos de cafeeiro, possivelmente influencia o fluxo na rota que
leva ao fruto. A resistência hidráulica no xilema aumenta fortemente,
dependendo do número e raio dos vasos do xilema ao longo da rota de transporte
(Nijsse, et al., 2001). De acordo com a equação de Hagen-Poiseuille, a
resistência hidráulica de um vaso individual é inversamente proporcional ao raio
deste na quarta potência (Zwieniecki et al., 2004). Importante salientar que o
diâmetro dos vasos, o comprimento finito dos vasos e o transporte concomitante
de um vaso para o outro pode também influenciar fortemente a resistência
hidráulica (Nijsse et al., 2001). Então, regiões com pequenos vasos aumentam
10
significativamente a resistência hidráulica no xilema. Ainda, o estresse hídrico
durante o crescimento pode provocar aumento na resistência hidráulica do
xilema pela indução do desenvolvimento de vasos do xilema com um diâmetro
menor. De fato, em caules de milho (Abd El-Rahim et al., 1998) e videira
(Lovisolo & Schubert, 1998), a baixa disponibilidade de água na raiz resulta em
elementos de xilema de menor diâmetro. O número e o diâmetro de vasos do
xilema e seu efeito durante o crescimento do fruto do cafeeiro são
desconhecidos.
Além das condições hormonais e fisiológicas que influenciam na
maturação do fruto do cafeeiro, algumas características anatômicas
possivelmente têm influência, mas são pouco estudadas. Hipoteticamente, um
maior número de vasos de xilema poderia levar o fruto a atingir seu crescimento
potencial mais rapidamente, antecipando o início do processo de maturação. É
sabido que características, como número, diâmetro e comprimento dos vasos do
xilema, influenciam na condutividade hidráulica na rota ramo-fruto (Tyerman et
al., 2004).
Alguns estudos de condutividade hidráulica durante a maturação dos
frutos têm sido realizados. Em videira, estimativas de fluxos hídricos através dos
tecidos de xilema e floema foram produzidas, com base em medidas da mudança
do volume diurno, em frutos intactos, com floema isolado e bagas incisadas.
Estas estimativas indicam uma rápida troca de fluxo, predominantemente pelo
xilema, mudando para um maior fluxo pelo floema próximo ao início da
maturação (Greenspan et al., 1994, 1996) e um fluxo predominantemente do
floema após a maturação (Lang & Thorpe, 1989; Rogiers et al., 2001). Estas
evidências indicam que o uso da rota do xilema é substancialmente reduzida,
mas não necessariamente implica que a redução é imposta por um bloqueio
físico ou outra redução direta na condutividade hidráulica do xilema. Tyerman et
al. (2004), fazendo medidas diretas da condutividade ao longo do caminho
11
pedúnculo-baga, em variedades de uva Shiraz e Chardonnay, concluíram que,
para ambas as variedades, ocorre um progressivo declínio na condutividade
entre o 65° e o 95° dia após o florescimento. Tyerman et al. (2004) sugerem que
a redução observada na condutância pode ser uma combinação da restrição do
xilema e reduzida presença ou atividade de aquaporinas.
Os processos de lignificação dos vasos do xilema dos frutos podem
provocar a interrupção ou a redução do fluxo do xilema. Evidências indicam que
células do xilema lignificadas de pedúnculos de videira na fase final do
crescimento dos frutos interrompem o fluxo pela ruptura da continuidade do
xilema (Lang & Düring, 1991; Coombe & Mccarthy, 2000). Isso implica que,
após o amadurecimento da baga da videira, o crescimento pode ser fisicamente
restrito, até que outro aspecto (aumento da entrada de água via floema) permita
que o desenvolvimento continue.
Bondada et al. (2005) demonstraram que o os elementos condutores do
xilema, tanto axial quanto periféricos, continuam intactos e aparentemente
funcionais durante o desenvolvimento da baga da uva. No entanto, o consenso é
de que o xilema pós-maturação não seja funcional. Estes pesquisadores ainda
sugerem que, após a completa expansão dos frutos e maturação, a interrupção do
fluxo pode ser devido à formação de embolia no xilema. Tyerman et al. (2004)
sugerem que a diminuição do fluxo por ocasião da maturação pode ser resultado
de um efeito conjunto do apoplasto (ruptura do xilema) e simplasto
(aquaporina/condutividade hidráulica da membrana).
Devido à importância da água para a formação dos vasos de xilema, a
abertura dos botões florais e para o desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro
como um todo, outro fator que vem sendo bastante estudado no intuito de
uniformizar a floração e a maturação dos frutos é o uso da irrigação suplementar
(Soares et al., 2005), a qual tem se mostrado vantajosa até em locais com
períodos curtos de deficiência hídrica, mas que coincidem com as fases críticas
12
da cultura, sendo uma técnica em considerável expansão. Segundo Matiello &
Almeida (1991), a deficiência hídrica é prejudicial ao cafeeiro, principalmente
na fase de floração e frutificação, em que a irrigação torna-se necessária.
Uma freqüente irrigação para prevenir o florescimento, seguida por um
déficit hídrico controlado e re-irrigação para estimular o florescimento, pode
representar um método prático para sincronizar o florescimento e encurtar o
período de colheita (Crisosto et al., 1992). No entanto, na região da Zona da
Mata de Minas Gerais, Soares et al. (2005), estudando o efeito do estresse
hídrico em cafeeiros irrigados, mostraram que não houve quebra da dormência
dos botões florais pelo efeito do déficit aplicado, mesmo para potenciais de -0,8,
-1,2 e -1,9 MPa, após 30, 63 e 90 dias, respectivamente. Relatam, ainda, que a
quebra da dormência dos botões florais ocorreu somente em função da queda
brusca de temperatura após a ocorrência de precipitações, mesmo com potencial
da folha de 0,2MPa. Entretanto, ainda não se tem conhecimento fisiológico
suficiente para aplicar o déficit hídrico ideal e na época correta para atingir esses
objetivos sob condições de campo.
Tentando aprimorar este conhecimento, Karasawa et al. (2002),
trabalhando com a cultivar Topázio MG-1190, concluíram que as irrigações
realizadas de setembro a novembro anteciparam a maturação dos frutos,
apresentando mais de 70% dos grãos no estádio passa e seco. Neste período de
setembro a novembro, ocorre a expansão dos frutos desta cultivar e, como dito
anteriormente, a irrigação suplementar nesta fase é necessária. Em hipótese, a
água poderia contribuir para que o fruto atinja o seu crescimento potencial em
menor tempo, dando início ao processo de maturação mais cedo.
2.3. Desenvolvimento do fruto: uma abordagem bioquímica
Para o desenvolvimento das gemas florais, alguns autores defendem a
importância da atividade da planta no inverno (Barros & Maestri, 1974), no
13
entanto, para Melotto (1987), a principal fonte de carboidratos para os botões
florais é a fotossíntese e não as reservas contidas nas folhas e ramos, o que,
segundo Rena et al. (1996), sugerem elevado grau de dependência do estado
nutricional da planta e da relação funcional entre folha e fruto. Assim, a
importância de mais estudos dirigidos sobre o metabolismo dos carboidratos em
órgãos reprodutivos do cafeeiro é evidente.
As plantas têm a capacidade fotossintética de reduzir CO
2
na presença
de luz e fixar os carboidratos formados em tecidos fotossinteticamente ativos
(tecidos fonte) e, depois, distribuir estes carboidratos para tecidos não
fotossintéticos (tecidos dreno). Alguns órgãos das plantas são dotados da
capacidade de exportar ou importar carboidratos e, de acordo com esta
capacidade, o órgão assume o papel de fonte (exportador) ou dreno
(importador). Na produção agrícola, os drenos são, quase sempre, as partes
economicamente mais importantes da planta. As gemas e os frutos são definidos
como drenos de alta prioridade, em relação a drenos alternativos (folhas jovens),
no contexto de competição por assimilados. Em condições normais, a
capacidade da fonte é limitada pela força dos drenos. Nesse aspecto, plantas com
maior força de dreno são capazes de atingir maior produtividade nas mesmas
condições que plantas com menor força de dreno.
Dessa forma, um fator importante que influencia diretamente na
produção das plantas é o particionamento de carbono, em que cinco pontos são
considerados cruciais: 1) a produção de assimilados nos cloroplastos; 2) a
exportação destes para o citosol; 3) a síntese de sacarose nas células do mesófilo,
o carregamento do floema e o transporte da sacarose a grandes distâncias; 4) o
descarregamento do floema e 5) a utilização da sacarose nos órgãos-dreno
(Sonnewald et al., 1994).
O estudo do metabolismo de carboidratos no cafeeiro é de vital
importância. Os carboidratos solúveis (frutose, glicose e sacarose) têm
14
importância na regulação osmótica e transporte, enquanto os carboidratos
insolúveis (amido) são importantes formas de reserva. O amido é tido como a
mais difundida reserva de carbono armazenada em plantas, enquanto que a
sacarose exerce um papel central no crescimento e no desenvolvimento de
plantas, como uma forma primária de transporte de carbono e energia na maioria
das espécies vegetais e também como um regulador da expressão de genes.
Segundo Koch (2004), o metabolismo da sacarose pode ser considerado como o
coração de um sistema sensível e auto-regulador do desenvolvimento de plantas.
A flor do cafeeiro é considerada um dreno prioritário na época de
reprodução. Sendo assim, o aporte de carboidratos para as gemas e o consumo
destes para o seu desenvolvimento são importantes para a produtividade da
planta, o que confere às enzimas envolvidas no metabolismo de clivagem da
sacarose um papel decisivo na compreensão dos mecanismos de sua regulação.
Gardin et al. (2002), trabalhando com gemas de pereira japonesa, verificaram
diminuição dos teores de amido e aumento dos açúcares solúveis, à medida que
se aproximava a floração. Desde que Ho (1988) sugeriu que a taxa de clivagem
de sacarose pode afetar a atividade de um dreno, alguns estudos têm se dedicado
a investigar este aspecto, acreditando no papel regulador de enzimas chaves.
Na cultura do cafeeiro, para que se consiga melhorar a distribuição de
carboidratos a favor dos drenos de interesse econômico, o conhecimento e a
compreensão da atividade de enzimas chaves no metabolismo de carboidratos
tomam grande importância. Alguns trabalhos têm sido realizados nesse sentido,
mas com gemas ainda são escassos. Geromel et al. (2002), trabalhando com
frutos de cafeeiro, verificaram que a atividade das enzimas SUSY (sintase da
sacarose) e a sintase da sacarose fosfato (SPS) aumentaram com a maturação.
A hidrólise da sacarose em tecidos dreno pode ocorrer via invertases e
ou SUSY. O comportamento diferencial dessas enzimas, associadas ao
desenvolvimento do fruto, torna possível uma melhor compreensão do processo
15
de descarregamento do floema. Em relação a estas duas rotas alternativas, sabe-
se que uma envolve a hidrólise irreversível de sacarose a glicose e frutose, via
invertases, que são enzimas de baixo Km para sacarose (7 a 15 mM). Após esta
etapa, glicose e frutose são fosforiladas por várias hexoquinases e frutoquinases
(Renz & Stitt, 1993), usando ATP ou UDP como doadores de energia. A outra
rota sacarolítica, exclusiva de plantas, é catalisada pela SUSY e envolve uma
clivagem de sacarose dependente de UDP, produzindo UDP-glicose e frutose. O
Km da SUSY para a sacarose é relativamente alto (40 a 200 mM) e a atividade
da enzima é limitada pelas concentrações de sacarose e UDP no citosol.
As duas vias de degradação de sacarose a hexoses fosfatadas diferem em
relação aos seus custos energéticos. Enquanto a clivagem de sacarose via
invertases requer 2 moléculas de ATP, a clivagem via SUSY e UGPase
(UDPglicose pirofosforilase) requer apenas uma molécula de PPi (Geigenberger,
2003). O custo total de energia da via SUSY é ainda menor se considerarmos
que esta rota metabólica recicla PPi, que é produzido como um excedente em
muitas reações biossintéticas (Bologa et al., 2003).
2.3.1. Invertases
As invertases podem ser classificadas de acordo com sua localização
subcelular, seu pH ideal de atividade e respectivos pontos isoelétricos (Avigad,
1982). As invertases ácidas estão localizadas no vacúolo e na parede celular
(Salzer & Hager, 1993), enquanto as invertases neutras ou alcalinas localizam-se
no citosol das células vegetais (Sturm & Chrispeels, 1990). Segundo Sturm
(1999), as funções específicas das diversas formas de invertase não são claras,
mas parecem regular a entrada de sacarose nas suas diferentes vias de utilização.
A maioria das espécies contém pelo menos duas isoformas de invertase
vacuolar, que se acumulam como proteínas solúveis (invertases ácidas solúveis),
no lúmen deste compartimento acidificado. De maneira similar, existem algumas
16
isoformas de invertase extracelular (invertases de parede celular), que são
ionicamente ligadas à parede celular. Invertases de vacúolo e de parede celular
promovem a clivagem de sacarose com maior eficiência quando submetidas a
pH entre 4,5 e 5,0. Além disso, as plantas têm pelo menos duas isoformas de
invertases citoplásmicas, cujo pH ótimo para a clivagem de sacarose situa-se
próximo à neutralidade ou levemente alcalino. Muito provavelmente, as
invertases convertem sacarose a hexoses, com o objetivo de prover as células
com combustível para a respiração e com carbono e energia para a síntese de
numerosos e diferentes compostos. A clivagem de sacarose à glicose e frutose
pode aumentar significativamente a pressão osmótica das células, sugerindo uma
possível função das invertases no alongamento celular e crescimento de plantas
(Sturm, 1999).
Invertases solúveis são sempre intracelulares e diferem no seu pH ótimo:
invertases ácidas, cujo pH ideal encontra-se na faixa de 3,5 a 5,1 e as invertases
neutras ou alcalinas possuem pH ótimo entre 7,0 e 7,8 (Avigad, 1982).
As invertases fornecem hexoses para o metabolismo celular (Hubbard et
al., 1989; Yelle et al, 1991), mas também participam no controle do crescimento,
na diferenciação celular, além do desenvolvimento de sementes e embrião. São
enzimas com potencial para agir fortemente como controladores de uma ampla
variedade de processos, tais como biossíntese e percepção de hormônios, a
exemplo do ácido abscísico. Além disso, tanto os sensores de açúcares como os
de hormônios podem afetar a própria expressão dos genes que codificam as
invertases e a SUSY (Koch, 1996; Trouverie et al., 2003). Além das invertases, a
SUSY, que é uma glicosil transferase, tem sua ação enzimática associada à
determinação da força de drenos (Zrenner et al., 1995) e tecidos vegetativos em
desenvolvimento (Pfeiffer & Kutschera, 1995).
17
2.3.2. SUSY
A SUSY participa da conversão de sacarose a amido em numerosos
tecidos (Pozueta-Romero et al., 1999), na síntese do precursor de celulose UDP-
G (Chourey & Miller, 1995), na fixação biológica de nitrogênio em nódulos
(Gordon et al., 1999) e é diretamente envolvida em alterações metabólicas
causadas por estresse de frio e anaerobiose. Sua plasticidade funcional é,
provavelmente, devido à sua capacidade de utilizar vários nucleosídeos, à sua
reversibilidade catalítica e à sua compartimentalização celular diversa
(Etxeberria & Gonzalez, 2003).
A SUSY tem seu papel reconhecido em vários processos metabólicos
das plantas. Admite-se que a atividade da SUSY esteja relacionada
predominantemente com a síntese de parede celular e de amido (Winter &
Huber, 2000), mas também pode estar associada com a síntese de sacarose.
Apesar de a reação catalisada pela SUSY ser reversível, existem evidências de
que a principal ação desta enzima é no sentido da clivagem da sacarose,
produzindo UDP-glicose (para síntese de parede) e frutose. De acordo com
Kruger (1993), pelo menos três argumentos sustentam essas evidências. O
primeiro argumento tem relação com a distribuição da SUSY em diferentes
tecidos. A atividade da SUSY é, geralmente, baixa em células fotossintéticas e
gliconeogênicas e é, muitas vezes, alta em tecidos com intensa atividade de
crescimento, os quais dependem da sacarose como o seu substrato respiratório.
Em geral, a invertase ácida é relacionada ao desenvolvimento inicial e a
SUSY à maturação e ao armazenamento. A persistência da atividade invertásica
até determinados estádios pode retardar a diferenciação. Inversamente, a
diferenciação pode ser induzida quando a atividade da invertase ácida decresce.
As invertases estão presentes principalmente em tecidos nos quais ocorre intensa
atividade de alongamento celular (Sung et al., 1988; Ranwala & Miller, 1998).
18
Em alguns tecidos, a atividade das invertases é muito menor que a da
SUSY, mostrando-se insuficiente para catalisar a sacarose. Um bom exemplo
disso é o tubérculo da batata, no qual as invertases ácida e alcalina têm
atividades tão baixas que a SUSY parece assumir quase integralmente a
clivagem da sacarose. Por fim, estudos realizados com mutantes de milho
revelam que uma redução dos níveis de SUSY em endosperma em
desenvolvimento restringe a capacidade desse tecido de metabolizar sacarose
(Boyer, 1985).
Dos poucos trabalhos realizados em cafeeiro, Geromel (2006) verificou
que a SUSY apresentou valores de atividades bem maiores que o das invertases
ácidas (IAV). Ainda, a sacarose fosfato sintase (SPS) acompanhou o acúmulo de
sacarose no estádio inicial no pericarpo de frutos de café. Foi mostrada a
existência de duas isoformas de SUS, codificadas por dois genes chamados
CaSUS1 e CaSUS2 em C. arabica, que possivelmente desempenham diferentes
funções metabólicas nos diferentes tecidos do fruto de café.
O manejo da cultura do cafeeiro pode influenciar na atividade de
enzimas chave no metabolismo dos carboidratos. Silva et al. (2003), trabalhando
com aplicações de 0,5% e 1% de sacarose em plantas de cafeeiro, encontraram
aumento da atividade das enzimas invertase neutra, ácida do vacúolo, da parede
celular e SUSY em plantas depauperadas, quando comparadas com as
testemunhas que receberam somente água. As invertases e a SUSY podem
exercer papel fundamental no desenvolvimento de plantas de cafeeiro. As
enzimas invertases e a sacarose sintase (SUSY) são citadas para outras espécies,
por vários autores, como responsáveis pelo controle de fluxo e hidrólise de
sacarose em tecidos-drenos (Zrenner et al., 1995; Isla et al., 1998; Sturm, 1999;
Nguyen-Quoc & Foyer, 2001; Etxeberria & Gonzalez, 2003).
Rogers et al. (1999), ao estudarem os teores de açúcares no
desenvolvimento dos grãos de café (C. arabica var. Caturra), observaram que os
19
teores de glicose no início do desenvolvimento do grão, no perisperma, são
maiores que os de sacarose e, ao longo do desenvolvimento, o decréscimo nos
teores de glicose é acompanhado pelo aumento no teor de sacarose, enquanto
que, no endosperma, a sacarose é o açúcar predominante no início do
desenvolvimento desse tecido. Esses autores sugerem, também, que os altos
teores de hexoses no perisperma, pelo menos em certos estádios do crescimento
do fruto, representam maior catabolismo de sacarose neste tecido, que é
requerido pelo aumento do potencial osmótico, permitindo a expansão inicial e a
função de dreno, seguida de uma nova síntese de sacarose exigida pelo
endosperma.
20
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Área do estudo
Os experimentos foram conduzidos em uma plantação de café da
cultivar Topázio MG-1190 (Croquis no anexo), localizada no campus da
Universidade Federal de Lavras (UFLA), no município de Lavras, região Sul do
estado de Minas Gerais, localizado a 918m de altitude, latitude 21°14’S e
longitude 45°00’W. A temperatura média anual do ar dessa região é de 19,4°C e
as médias anuais de temperatura, máxima e mínima, são de 26,1°C e 14,8°C,
respectivamente, com precipitação média anual de 1.530mm. Segundo a
classificação climática de Köppen, o clima da região é do tipo Cwa, ou seja,
clima temperado úmido, com inverno seco e verão quente.
A cultura utilizada durante o período experimental é da cultivar
‘Topázio MG 1190’, implantada com espaçamento 1,80 x 0,70m. A idade das
plantas era de, aproximadamente, 9 anos à época de realização do experimento e
elas foram submetidas a uma poda drástica (recepa) aos 65 meses de idade (em
setembro de 2001), portanto, ficando a parte aérea com 3 anos após a recepa.
Foram utilizadas plantas irrigadas e não irrigadas, sendo o sistema de irrigação o
de gotejamento e a lâmina aplicada equivalente a 80% do balanço entre a
evaporação do tanque classe A (ECA) e as precipitações ocorridas no período
entre duas irrigações consecutivas (80% ECA – precipitação). Os dados da ECA
e climatológicos foram obtidos na Estação Climatológica Principal de Lavras,
situada no Campus da UFLA, localizada a aproximadamente 500 metros do
experimento. As irrigações foram realizadas duas vezes por semana (terça-feira
e sexta-feira), sendo o tratamento aplicado na lavoura desde os 28 meses de
idade.
21
O solo da área em estudo é classificado como Latossolo Vermelho
Distroférrico, com textura muito argilosa, plano e uniforme (Embrapa, 1999). A
lavoura foi implantada com um espaçamento de 1,80m entre linhas e 0,70m
entre plantas. A adubação foi realizada com base na análise de fertilidade do
solo e de acordo com o método da 5ª Aproximação da Comissão de Fertilidade
do Solo do Estado de Minas Gerais. Foram aplicados uréia e cloreto de potássio,
em quatro parcelamentos entre outubro e março.
3.2. Características avaliadas
Para atingir os objetivos propostos, foram desenvolvidos três
experimentos independentes, cujas descrições são apresentadas a seguir.
3.2.1. Experimento I: Efeito da irrigação e da posição na planta nas
características anatômicas dos ramos e dos frutos do cafeeiro
Foram coletados ramos plagiotrópicos de primeira ordem, em uma
amostra constituída de 12 plantas irrigadas e 12 plantas não irrigadas no dia
7/7/2004 (Figura 1A do anexo). Em cada grupo de 12 plantas foram coletados 6
ramos na posição Leste de 6 plantas e 6 na posição Oeste das outras 6 plantas,
sendo todos armazenados em álcool 70% (v/v) para estudo dos ramos. Os frutos
presentes nestes ramos foram contados, separados por estádio de maturação e
armazenados em álcool 70% (v/v) para estudo dos frutos. A data de coleta foi
escolhida em função da presença de frutos em vários estádios de maturação no
mesmo ramo.
3.2.1.1 Estudo dos ramos
Para o estudo dos ramos, o delineamento experimental foi inteiramente
casualizado, com os tratamentos dispostos em esquema fatorial 2
2
(IRRIGAÇÃO= irrigado e não irrigado X POSIÇÃO = Leste e Oeste) com seis
repetições (plantas). As variáveis analisadas no ramo foram: número de frutos
22
(NF), área de parede celular (APC, %, 4 campos por repetição), área do lúmem
dos vasos (ALV, %, 4 campos por repetição), diâmetro do ramo (DR, mm),
número de vasos por mm
2
(NVmm
-2
, 4 campos por repetição), diâmetro dos
vasos do xilema (4 campos por repetição, leitura dos 10 maiores vasos e
utilização da média).
Para tanto, foram realizados cortes anatômicos na base dos ramos, a um
centímetro de distância da inserção no ramo ortotrópico, no sentido transversal,
com auxílio de um micrótomo de deslizamento utilizando navalha de aço tipo C,
do Laboratório de Anatomia de Madeira do Departamento de Ciências Florestais
da Universidade Federal de Lavras (UFLA). Em seguida, todos os cortes foram
submetidos à coloração com safrablau (solução composta por dois tipos de
corantes: o azul de astra, que cora paredes celulósicas em azul, e a safranina, que
cora paredes lignificadas, suberificadas e cutinizadas em vermelho) (Kraus &
Arduim, 1997).
3.2.1.2 Estudo dos frutos
Em relação aos frutos, uma vez coletados, foram realizados cortes
anatômicos na seção transversal do pedúnculo. Os cortes foram efetuados à mão
livre, com auxílio de lâminas de barbear e inclusão do material em pecíolo de
imbaúba, sendo estes submetidos à clarificação em solução de hipoclorito de
sódio a 20% de produto comercial, por um período de três a cinco minutos,
seguido de três lavagens em água destilada. Posteriormente, foram submetidos à
coloração com safrablau. Os cortes foram montados em lâminas
semipermanentes com água glicerinada 50%.
Para o estudo dos frutos, o delineamento experimental foi em esquema
fatorial com três fatores: irrigação (irrigado e não irrigado), posição (Leste e
Oeste) e maturação (1=verde, 2=verde-cana, 3=cereja, 4=passa e 5=seco). As
23
variáveis analisadas foram: número de vasos do xilema (NV) e diâmetro de
vasos do xilema (DV).
A variável DV foi constituída dos 10 maiores vasos do xilema e a
variável NV foi constituída do total de vasos da seção transversal do pedúnculo
do fruto, ambas obtidas dos pedúnculos de 3 frutos por planta, sendo 3 plantas
para cada nível de cada fator.
As mensurações anatômicas, tanto dos ramos quanto frutos, foram
realizadas no Laboratório de Anatomia de Madeira do Departamento de Ciências
Florestais (UFLA), utilizando-se o sistema de concepção canadense WinCELL
Pro 2001, desenvolvido pela Régent Instruments (2004) para o estudo de células
do xilema, previamente calibrado de acordo com as recomendações do
fabricante.
3.2.2. Experimento II: Caracterização do sistema vascular de frutos em
crescimento
Para este estudo, foram marcados ramos completamente floridos de
plantas não irrigadas, do surto de florescimento principal do ano de 2004
ocorrido no dia 28/09/04, para posterior acompanhamento do desenvolvimento
do xilema do pedúnculo dos frutos durante o crescimento dos mesmos. Foram
coletados frutos em cinco épocas, ou seja, dias após o florescimento (DAF),
entre o estádio chumbinho e o estádio final de expansão dos frutos. De cada
infrutescência foram separados o menor e o maior fruto, medido o diâmetro na
seção transversal dos frutos, o diâmetro dos dez maiores vasos do xilema e
contado o número de vasos no pedúnculo de cada fruto.
Assim, o delineamento experimental foi inteiramente casualizado, com
sete repetições e os tratamentos dispostos em esquema fatorial, com dois fatores:
DAF, com cinco níveis (51, 64, 97, 128 e 155) e Tamanho, com dois níveis
(maior e menor). O diâmetro dos frutos foi medido com paquímetro. Foram
24
escolhidos o maior e o menor fruto da infrutescência oriunda do mesmo surto de
florescimento. No croqui (Figura 2A do anexo) são representadas apenas as
plantas que continham os frutos coletados em cada época.
Os cortes anatômicos da seção transversal do pedúnculo dos frutos, bem
como a instrumentação usada, foram os mesmos descritos para frutos no
experimento I.
3.2.3. Experimento III: Aspectos bioquímicos associados a eventos
reprodutivos do cafeeiro
Este estudo foi realizado em plantas não irrigadas nas quais foram
avaliadas as seguintes características bioquímicas: Amido, açúcares solúveis
(glicose, frutose, sacarose e açúcares solúveis totais (AST)), atividade de
invertases (invertase neutra do citosol (INC), invertase ácida do vacúolo (IAV),
invertase ácida da parede celular (IAPC) e sintase da sacarose (SUSY)).
Em cada uma das nove épocas foram coletados ramos de 5 plantas,
separados as folhas, as gemas ou frutos (quando tinha) dos ramos, constituindo 3
estruturas a serem analisadas: ramo, folhas e gemas/frutos. O material vegetal
foi coletado e rapidamente congelado em nitrogênio líquido para conservação da
composição vegetal, sendo armazenado em ultrafreezer para posterior
liofilização e moagem.
O delineamento experimental foi inteiramente casualizado, com 5
repetições, sendo os tratamentos dispostos em esquema fatorial 3x9 (3 níveis de
Estrutura – ramo, folha e gema/fruto e nove níveis de época – 1 a 9, explicadas
abaixo).
As avaliações bioquímicas foram feitas em três fases distintas, as quais
estão ilustradas na Figura 3. A Fase 1 é caracteriza-se pelo estado de dormência
das gemas, pequeno tamanho, dificuldade de coleta de material para as análises
de gemas. O tamanho das gemas era menor ou igual ao apresentado na Figura 3,
25
portanto não foram coletadas. Nesta fase foram avaliadas as Estruturas Ramo e
Folhas nas épocas 25/05/04, 24/06/04 e 20/07/04 (correspondentes aos dias
julianos 146, 176 e 202, respectivamente).
As avaliações nas gemas começaram na Fase 2, caracterizada pelo
período de intenso crescimento das mesmas, que vai do início do entumecimento
até o início da abertura de pétalas. Nesta fase foram feitas determinações nas três
estruturas, nas épocas 20/08/04, 31/08/04, 07/09/04, 15/09/04 e 22/09/04
(correspondentes aos dias julianos, 233, 244, 251, 259 e 266, respectivamente).
A última época de avaliação foi 16/11/04 (correspondente ao dia juliano
321), a própria Fase 3, na qual o tecido reprodutivo avaliado já não foi mais
gema e sim fruto (Figura 1).
FIGURA 1: Estádio fenológico que se encontravam os tecidos reprodutivos
avaliados no Experimento III. A Fase 1 abrange as épocas 146=25/05/04,
176=24/06/04 e 202=20/07/04 e as gemas estão no estádio dormente. Na Fase
2 as épocas 233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259=15/09/04 e
266=22/09/04 as gemas iniciam entumecidas e culminam no estádio
abotoado. Na Fase 3 compreende a época 321=16/11/04 que são frutos em
estádio de expansão.
Na Figura 2 são apresentados os dados meteorológicos do período
compreendido entre 15/05 a 26/11/04, no qual foram realizadas as coletas das
amostras do Experimento III e medido o potencial hídrico (Ψw) das plantas. As
barras dos dados de Ψw estão posicionadas nas datas de coletas deste
26
experimento. Nas três primeiras épocas, ocorreram um período de média
amplitude térmica e chuvas esparsas. As quatro épocas seguintes (4, 5, 6, e7)
foram acompanhadas por baixa precipitação e alta amplitude térmica. A época 8
foi precedida por chuva (30mm) e média amplitude térmica. Seis dias depois,
ocorreu o principal surto de florescimento do ano (28/08), representado pelas
setas. A época nove foi caracterizada por um período chuvoso e com baixa
amplitude térmica. As observações do Ψw estão próximas de -0,8 MPa, ao longo
de todo o período, o que não caracteriza níveis elevados de deficiência hídrica,
pois os valores críticos para a cultura do cafeeiro são de -2,5MPa.
27
10,0
20,0
30,0
40,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
jun jul ago set out nov
-1,2
-1,0
-0,8
-0,6
-0,4
-0,2
0,0
Temperatura (°C)
Precipitação (mm)
Potencial Hídrico (MPa)
T. Máx. °C
T. Mín. °C
FIGURA 2: Temperatura máxima e mínima, precipitação e potencial
hídrico das plantas utilizadas no Experimento III. As épocas avaliadas no
experimento coincidem com as datas de avaliação do potencial hídrico, 1 a
9. A seta identifica o primeiro surto de florescimento (28/09/04) ocorrido na
área estudada. A fonte dos dados meteorológicos foi Estação Climatológica
Principal de Lavras, MG, 2004.
28
3.2.3.1 Açúcares solúveis
As análises de açúcares solúveis foram realizadas de acordo com a
metodologia de Gardin et al. (2005) em cromatógrafo a gás da marca Shimadzu
GC-14B, com uma coluna do tipo Packed Column J. K. de 3,2mm de diâmetro
por 2m de comprimento, empacotada com Silicone SE-52 Uniport HP 80/100
mesh.
Utilizou-se o detector de ionização de chama (FID), ideal para análise de
carboidratos. As temperaturas do injetor e do detector foram de 200°C e a
velocidade do gás de arraste (nitrogênio) de 5mm/min. O programa inicial de
temperatura do forno foi de 160°C, permanecendo nesta temperatura por 1
minuto, posteriormente subindo a 200°C, numa taxa de 4°C por minuto;
permaneceu nesta temperatura por 3 minutos, logo subindo para 280°C, numa
taxa de 20°C por minuto, na qual permaneceu até o final da corrida, que ocorria
após 25 minutos.
Para calibração do aparelho, após a injeção dos padrões com
concentrações conhecidas, registrou-se o tempo de retenção de cada açúcar
(padrão interno pentaeritritol 4’6’’, frutose 10’5’’, α-glicose 13’5’’, β-glicose
15’6’’, sacarose 22’0’’) e corrigiram-se os valores lidos para as concentrações
conhecidas injetadas no cromatógrafo.
Pesaram-se de 300 a 500mg de tecido seco e moído, incubou-se a 80º-
85ºC, por 5 minutos, em 5mL de etanol 80% para a extração dos açúcares.
Misturou-se o conteúdo e centrifugou-se por 10 minutos, a 3000rpm, separando-
se o sobrenadante. Ressuspendeu-se novamente o precipitado em 10mL de
etanol 80% e misturou-se, repetindo-se o processo de centrifugação, juntando-se
ao sobrenadante da primeira centrifugação. Posteriormente, evaporou-se o
sobrenadante a 45ºC, em rotavapor R-114 da marca Büchi, até não existir mais
álcool.
29
As amostras foram purificadas em resinas de troca iônica IR120
(catiônica H+), para eliminar aminoácidos e IR400 (aniônica OH-), para
eliminar os ácidos orgânicos. Ainda, para precipitação e remoção de proteínas,
as amostras foram adicionadas de 4,8mL de ZnSO
4
0,5N (5%) e 5mL de
Ba(OH)
2
0,33N (5%), os quais têm um pH ácido e básico, respectivamente e,
quando misturados, devem produzir um pH 7,0. Após decantar, filtrou-se o
sobrenadante com papel filtro número 2 e completou-se o volume para 50mL.
Destes 50mL, foram retirados 20mL e colocados em cadinho de
porcelana para secar em chapa quente, a 160ºC. Quando estava quase todo
evaporado, eram transferidos para vidros de injeção, adicionando-se 1mL de
pentaeritritol (na concentração de 1mg/mL, açúcar padrão interno do
cromatógrafo), retornando para a chapa quente (120°C) até a completa secagem,
tendo o cuidado de não queimar os açúcares. Depois, conservou-se em local seco
(dessecador com sílica gel) por, no mínimo, 24 horas.
Após a secagem, antes da injeção dos açúcares no cromatógrafo, foi
realizada a derivatização dos açúcares pelo método do HMDS-TMCS. O método
baseia-se na reação entre o grupo OH da molécula que se pretende derivatizar
com uma mistura de HMDS (hexamethyldisilazane) e TMCS
(trimethylchlorosilane) e um solvente apropriado (piridina). Os vidros de injeção
contendo dos açúcares são dissolvidos acrescentando-se 1mL de piridina (dentro
de uma capela, câmara de exaustão) e derivatizados com 200µl de HMDS e
100µl de TMCS. A reação produz um éter contendo o grupo trimetilsilil (TMS)
e o radical originalmente preso ao grupo OH a ser derivatizado, e um sal (cloreto
de amônio), o qual precipita e não interfere na reação ou na análise
cromatográfica. Esperou-se decantar por 30 minutos e efetuou-se a injeção no
cromatógrafo.
Injetam-se no cromatógrafo 2µl do analito e os açúcares são detectados
nos FIDs, processados por um integrador e expressos em mg, conforme
30
cromatograma da Figura 1. Foi realizada a correção de diluição para que os
resultados fossem expressos em miligramas por grama de matéria seca (mg.g
MS
-1
).
FIGURA 3: Cromatograma de análise de açúcares solúveis em tecido
vegetal de cafeeiro. Os picos são: pentaeritritol, frutose, a-glicose, b-glicose,
sacarose, respectivamente.
3.2.3.2 Amido
Os carboidratos solúveis foram extraídos pela homogeneização de
500mg tecido vegetal em 4 mL do seguinte tampão: fosfato de potássio 100 mM,
pH 7,0, PVPP (polivinil poli pirrolidona) 1 mM, ácido ascórbico 20 mM e
NaCl2 200 mM, seguida de centrifugação, a 20.000 g, por 20 minutos, a 4°C e
31
coletado o sobrenadante. O processo era realizado mais duas vezes e os
sobrenadantes combinados (do sobrenadante podem-se determinar os açúcares).
Para extração do amido, o pellet foi ressuspendido com 6mL do tampão
acetato de potássio 200 mM, pH 5,5 e colocado em banho-maria (100°C), por 5
minutos.
Em seguida, foram adicionados 2mL do preparado da enzima
amiloglucosidase, contendo 12,6 unidades, incubando-se em banho-maria, a
40°C, por 2 horas. Posteriormente, o material foi centrifugado a 20.000g por 20
minutos, o sobrenadante foi coletado e o volume completado para 10 mL e
quantificado pelo método da antrona (Diche, 1962).
3.2.3.3 Invertases
A extração e a incubação das invertases solúveis (INC = invertase neutra
do citosol, IAV = invertase ácida do vacúolo) foram realizadas conforme
descrito por Zeng et al. (1999) e da invertase insolúvel (IAPC = invertase ácida
da parede celular), segundo Cazetta et al. (1999), com algumas modificações.
A extração da invertase neutra do citossol (INC) e da invertase ácida do
vacúolo (IAV) foi realizada com meio extrator constituído de tampão HEPES –
100 mM – ajustando-se o pH para 7,5, PMSF (phenyl methyl sulfonyl fluoride) –
1 mM, MgCl2 – 10 mM, DTT (ditiotreitol) – 1 mM, ácido ascórbico – 100 mM,
PVPP (polivinil pirrolidona) 10% p/v, 2-mercaptoetanol 3,2 mM e água. O
material sólido (pellet) foi reservado para a extração da invertase da parede
celular (IAPC), a qual foi realizada com tampão de extração constituído de
tampão citrato de sódio – 200 mM – ajustando-se o pH para 4,8, PMSF – 1 mM,
MgCl
2
– 10 mM, ditiotreitol (DTT) – 1 mM, ácido ascórbico – 100 mM, NaCl –
1 M e água.
Depois de proceder à extração das três enzimas invertases, o extrato foi
adicionado a um meio de incubação. O meio de incubação da INC foi
32
constituído de tampão fosfato de potássio 100 mM – ajustado o pH para 7,5,
MgCl
2
– 10 mM e sacarose – 200 mM. Já os meios da IAV e da IAPC foram
constituídos de tampão citrato de sódio 200 mM – pH 4,8, MgCl
2
– 10 mM e
sacarose – 200 mM. A temperatura de incubação foi de 37°C.
As amostras foram adicionadas de NaOH 1N, 150μL para INC e 300μL
para IAV e IAPC, com a função de parar a reação enzimática. A quantificação
da atividade das enzimas foi realizada pelo método do ácido dinitrosalicílico
(DNS) (Miller, 1959).
3.2.3.4 Sintase da sacarose (SUSY)
A sintase da sacarose foi avaliada no sentido da degradação da sacarose,
considerando que a enzima exerce também a síntese. A extração foi realizada
com meio extrator constituído de HEPES 50mM pH 7,0, MgCl
2
5mM, DTT
(ditiotreitol) 2mM, EDTA dissódico 1mM, ácido ascórbico 100 mM e PVPP
10% p/v. O meio de incubação foi constituído de tampão MES 100mM pH 6,0,
UDP 5mM e sacarose 300mM. A incubação foi realizada por 40 minutos, à
temperatura de 37°C. A atividade da SUSY foi quantificada pelo método do
ácido dinitrosalicílico (DNS) (Miller, 1959).
3.3. Análise estatística
As análises estatísticas foram realizadas de acordo com o delineamento
de cada experimento, com auxílio do Software R. Após a verificação da
significância dos efeitos dos diferentes fatores, foram utilizadas, no caso de
níveis quantitativos, análises de regressão e, para a comparação entre médias,
quando havia mais de dois níveis para o fator qualitativo, foram construídos
intervalos com 95% de confiança. As hipóteses de nulidade para os coeficientes
de correlação foram testadas com o teste "t" de Student, conforme Steel e Torrie
(1980).
33
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Experimento I: Efeito da irrigação e posição na planta nas
características anatômicas dos ramos e dos frutos do cafeeiro
4.1.1. Características dos ramos
Na Figura 4 é apresentado um conjunto com quatro imagens do ramo,
obtidas com o programa Wincell. As áreas pretas correspondem à área de parede
celular e, em branco, a área de lúmem, as quais são expressas em porcentagem.
FIGURA 4: Imagens do ramo de cafeeiro, obtidas de lâminas
microscópicas com o auxílio do software Wincell Pro 2001. Cada imagem
corresponde a uma posição distinta do ramo.
Na Figura 5 é apresentada à associação entre as variáveis APC e ALV,
assim como um histograma mostrando a distribuição de freqüência dos dados
34
para as duas variáveis. Observa-se que a APC varia entre 84% e 96% e que a
ALV varia de 4% a 16% da área do ramo. A associação das variáveis só é
afetada por algum evento que influencie nas características do ramo, tais como
rachaduras e danos mecânicos, portanto, pode-se verificar a alta associação entre
as variáveis.
2 4 6 8 10 12 14 16 18
ÁREA DO LÚMEM DOS VASOS (%)
82
84
86
88
90
92
94
96
98
ÁREA DE PAREDE CELULAR (%)
FIGURA 5: Relação entre a área de parede celular e a área do lúmem dos
vasos (%).
Na Figura 6 é apresentado o resultado para a variável área de parede
celular (APC) (efeito APC: F(1, 92)=11,864, p=0,0008). Observa-se um
aumento significativo da APC na posição Leste, quando passa do nível irrigado
para o não irrigado do fator Irrigação. A média, o mínimo, o máximo e o desvio
padrão para a variável APC foram, respectivamente, 91, 84, 96 e 3%.
35
POSIÇÃO LESTE
POSIÇÃO OESTE
IRRIGADO NÃO IRRIGADO
IRRIGAÇÃO
88
89
90
91
92
93
94
95
ÁREA DE PAREDE CELULAR (%)
FIGURA 6: Efeito da interação irrigação vs posição, para a variável área
de parede celular. As barras verticais representam o intervalo de 95% de
confiança.
Na Figura 7 é apresentado o efeito da interação irrigação vs posição para
a variável área do lúmem dos vasos (ALV) (efeito ALV: F(1, 92)=11,864,
p=0,00086). Pode-se observar uma diminuição nas áreas dos lúmens dos vasos
na posição oeste quando passa do nível irrigado para o não irrigado do fator
irrigação. A média, o mínimo, o máximo e o desvio padrão para a variável ALV
foram, respectivamente, 9, 4, 16 e 3%.
36
POSIÇÃO LESTE
POSIÇÃO OESTE
IRRIGADO NÃO IRRIGADO
IRRIGAÇÃO
5
6
7
8
9
10
11
12
ÁREA DO LÚMEM DOS VASOS (%)
FIGURA 7: Efeito da interação irrigação vs posição para a variável área
do lúmem dos vasos. As barras verticais representam o intervalos com 95%
confiança.
Na Figura 8 são apresentados os resultados da interação irrigação vs
posição referente à variável número de vasos.mm
-2
(NVmm
-2
) (efeito NVmm
-2
:
F(1, 92)=4,5453, p=0,036). Como se observar no nível irrigado do fator
irrigação, ocorreu um aumento do NVmm
-2
ao passar do nível leste para oeste do
fator posição.
A média, o mínimo, o máximo e o desvio padrão para a variável
NVmm
-2
foram, respectivamente, 154, 34, 467 e 89 NV.mm
-2
. Estes valores são
classificados, segundo IAWA Comittee (1989), como muito numerosos, ou seja,
acima de 40 NV.mm
-2
para xilema secundário.
37
POSIÇÃO LESTE
POSIÇÃ O OESTE
IRRIGADO NÃO IRRIGADO
IRRIGAÇÃO
80
100
120
140
160
180
200
220
240
260
NÚMERO DE VASOS.mm
-2
FIGURA 8: Efeito da interação irrigação vs posição para a variável
número de vasos.mm
-2
. As barras verticais representam o intervalo de 95%
de confiança.
Na Figura 9 é apresentada a correlação negativa entre as variáveis
NVmm
-2
e diâmetro de vasos (DV), a qual é explicada pela seguinte equação
linear: NVmm
-2
= 366,56 – 7,94 * DV (p<0,000, r= -0,754). Interpretando-se a
equação, pode-se dizer que a cada micrômetro de aumento no diâmetro dos
vasos do xilema do ramo ocorre um decréscimo de 7,94 vasos neste ramo. A
média, o mínimo, o máximo e o desvio padrão para a variável diâmetro dos
vasos foram, respectivamente, 23, 8, 55 e 7,5.
38
10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60
DIÂMETRO DOS VASOS (
µm)
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
NÚMERO DE VASOS.mm
-2
FIGURA 9: Relação entre o número de vasos.mm
-2
e o diâmetro de vasos
do xilema de ramos de cafeeiro (r= -0,754, p<0,000 pelo teste t de Student,
n=96).
39
4.1.2. Características dos frutos
Nas Figuras 10 e 11 são mostradas imagens de tecidos do cafeeiro, nas
quais foram medidos os diâmetros e contados os vasos do xilema.
FIGURA 10: Vasos do xilema do pedúnculo de frutos de cafeeiro. A seta
branca contínua aponta para um vaso com paredes celulares normais,
enquanto que, a seta pontilhada, enfatisa o espessamento da parede celular
pela deposição de parede secundária.
40
FIGURA 11: Disposição dos vasos do xilema (seta contínua) e de vasos do
floema (seta pontilhada) de frutos de cafeeiro, cultivar Topázio.
Os resultados apresentados na Figura 12 mostram que os fatores
irrigação e posição na planta não influenciaram no número de frutos (NF) por
ramo. Não ocorreu diferença significativa, pelo teste de F, a 5% de
probabilidade (efeito NF: F(1,20)=3,6955, p=0,068) (Tabela 8A do anexo).
Como se pode observar, os tratamentos irrigado leste (IL), irrigado oeste (IO),
não irrigado leste (NIL) e não irrigado oeste (NIO) apresentaram 18,66, 17,83,
14,83 e 19,83 frutos por ramo, respectivamente.
41
POSIÇÃO LESTE
POSIÇÃO OESTE
IRRIGADO NÃO IRRIGADO
IRRIGAÇÃO
6
8
10
12
14
16
18
20
22
24
26
28
30
NÚMERO MÉDIO DE FRUTOS POR RAMO
FIGURA 12: Interação irrigação vs posição para a variável número de
frutos. As barras verticais representam intervalos de 95% de confiança.
Na Figura 13 é apresentada uma aproximação da distribuição normal do
número de frutos (média de 6 repetições) por estádio de maturação nos diversos
tratamentos. Pode-se observar, pela linha pontilhada da distribuição normal, que
não houve influência da irrigação na maturação dos frutos, no entanto, a posição
leste apresentou uma menor variação no grau de maturação. Esta variação pode
ser quantificada atribuindo-se um valor para cada estádio de maturação, ou seja,
1 para verde, 2 para verde-cana, 3 para cereja, 4 para passa e 5 para seco e
determinando-se uma medida de tendência central (média) e uma medida de
variação (desvio padrão). A média daria uma medida do grau de maturação e,
quanto maior, mais avançado estaria o estádio maturação dos frutos. O desvio
padrão daria uma medida de variação ou uniformidade de maturação e, quanto
42
menor, mais uniforme estaria a maturação dos frutos. Dessa forma, os
tratamentos teriam os seguintes valores:
Irrigado leste (IL): média = 4,02 e desvio padrão = 0,999
Irrigado oeste (IO): média = 3,62 e desvio padrão = 1,293
Não irrigado leste (NIL): média = 3,79 e desvio padrão = 1,13
Não irrigado oeste (NIO): média = 3,66, desvio padrão = 1,197
Os valores mencionados anteriormente permitem inferir que o
tratamento IL apresenta maior grau de maturação, seguido pelos tratamentos
NIL, NIO e IO e o tratamento IL apresenta maior uniformidade de maturação,
seguido pelos tratamentos NIL, IO e NIO.
NÚMERO DE FRUTOS
IRRIGADO LESTE
VERDE VC CEREJA PASSA SECO
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
IRRIGADO OESTE
VERDE VC CEREJA PASSA SECO
NÃO IRRIGADO LESTE
VERDE VC CEREJA PASSA SECO
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
NÃO IRRIGADO OESTE
VERDE VC CEREJA PASSA SECO
FIGURA 13: Distribuição de freqüência do número de frutos por estádio de
maturação, nos diversos tratamentos. VC= estádio verde-cana.
Na Figura 14 são apresentados os dados referentes à variável número de
vasos (NV) em função do estádio de maturação e condição de irrigação, a qual
43
mostra um aumento significativo do NV no pedúnculo dos frutos com o aumento
do grau de maturação dos frutos (MF).
As equações exibidas abaixo resultaram da aplicação de um modelo
linear em dados de número e diâmetro de vasos do xilema de frutos, coletados
no campo, em condições experimentais, sujeitos aos diversos fatores bióticos e
abióticos. Estes fatores proporcionam uma grande variação em diversas análises
e muitas vezes torna difícil de explicar numericamente esta variação em
fenômenos biológicos, pois diminuem o coeficiente de determinação quando se
aplica uma regressão. No entanto, devido a grande quantidade de observações
(180 para número de vasos e 600 para diâmetro de vasos) isto se torna
desprezível. Portanto, será considerada a significância observada na análise de
variância (colocada em anexo). Foram colocados as linhas dos modelos e não
serão colocados os pontos de observações, devido ao grande número, o que
tornaria o gráfico muito poluído.
As equações que explicam o modelo são:
NV (Irrigado) = 23,26 + 0,678 * Estádio de Maturação
NV (Não Irrigado) = 24,53 + 0,214 * Estádio de Maturação
44
ESTÁDIO DE MATURAÇÃO
12345
RAIZ QUADRADA DO NÚMERO DE VASOS
23,5
24,0
24,5
25,0
25,5
26,0
26,5
27,0
Irrigado
Não Irrigado
FIGURA 14: Número de vasos do xilema do pedúnculo dos frutos, por
estádio de maturação. A representação numérica do eixo das abscissas
corresponde aos estádios verde, verde-cana, cereja, passa e seco,
respectivamente.
Na Figura 15 são apresentados os resultados referentes à variável
diâmetro de vasos no pedúnculo dos frutos. Pode-se observar uma diminuição
gradativa no diâmetro dos vasos do xilema com o aumento do grau de maturação
dos frutos nos diversos tratamentos. As equações que explicam o modelo são:
DV (Irrigado Leste) = 14,172 - 0,3907 * Estádio de Maturação
DV (Irrigado Oeste) = 12,962 - 0,1274 * Estádio de Maturação
DV (Não Irrigado Leste) = 12,621 - 0,0684 * Estádio de Maturação
DV (Não Irrigado Oeste) = 12,6387 - 0,27 * Estádio de Maturação
45
ESTÁDIO DE MATURAÇÃO
12345
DIÂMETRO DE VASOS
11,0
11,5
12,0
12,5
13,0
13,5
14,0
Irrigado Leste
Irrigado Oeste
Não Irrigado Leste
Não Irrgado Oeste
FIGURA 15: Diâmetro de vasos do xilema por estádio de maturação. A
representação numérica do eixo das abscissas corresponde aos estádios
verde, verde-cana, cereja, passa e seco, respectivamente.
Estes dados mostram que os frutos que estão em estádios mais
avançados de maturação apresentam um maior número de vasos e esta
característica pode ter sido determinante para que a maturação ocorresse mais
rapidamente. Assim, frutos com um maior número de vasos atingem o seu
tamanho potencial mais rapidamente, entrando em um processo de maturação
mais cedo. O maior número de vasos proporciona maior fluxo hídrico para a
expansão celular por ocasião do crescimento dos frutos. Tendo os frutos,
chegado ao seu tamanho máximo, conferido geneticamente, entram no processo
de amadurecimento. Posteriormente, com o aumento da espessura das paredes
celulares que ocorre com o crescimento dos frutos, pode haver interrupção ou
diminuição brusca no fluxo hídrico para os frutos, acarretando o seu secamento.
46
O ramo do cafeeiro, cultivar Topázio, nas condições experimentais, apresentou
vasos do xilema numerosos e pequenos (de acordo com a classificação do
AIWA Committe, (1989)). Essa condição, de tamanho reduzido de vasos,
segundo Tyree & Sperry (1989), pode provocar uma redução da condutividade
hidráulica do ramo.
Nesse sentido, Zimmermann & Jeje (1981) afirmam ser possível que
vasos de comprimentos curtos, os quais são associados a pequenos diâmetros
dos vasos, podem contribuir para reduzir a condutividade hidráulica e, com isso,
reduzir o crescimento. A diminuição da condutividade do xilema pode ocorrer
devido ao embolismo e, com isso, contribuir para reduzir o fluxo hídrico através
do ramo (Schultz & Matthews, 1988). Ao mesmo tempo, pode induzir o
fechamento estomático, com o objetivo de evitar o aparecimento de embolismo e
limitar a transpiração (Sperry, 1986), diminuindo as taxas de crescimento da
planta.
Sabe-se, atualmente, que o movimento da água das raízes para a
atmosfera é também controlado pela condutância hidráulica dos ramos
pertencentes a essa rota hídrica. Mas, tradicionalmente, a condutância estomática
e a condutividade radicular têm sido consideradas as principais características
controladoras do fluxo hídrico nas plantas. No entanto, a eficiência do sistema
de transporte de água (dos vasos de xilema nas angiospermas) pode também
afetar significativamente o movimento da água pela limitação da condutividade
imposta (Tyree & Ewers, 1991) e, talvez, pela regulação da distribuição para as
folhas de sinais químicos provenientes da raiz (Davies & Zhang, 1991; Davies et
al., 1994). A condutividade no xilema é determinada pela estrutura e pelo
tamanho dos seus vasos (Schults & Matthews, 1993; Tyree & Ewers, 1991) e
pela sua eficiência em conduzir o fluxo, o qual pode ser afetado pela presença de
embolismo (Tyrre & Sperry, 1989).
47
Em trabalhos com cafeeiros utilizando irrigação e avaliando o
crescimento dos ramos, foi observado que, apesar de a região Sul de Minas ser
considerada climatologicamente livre de déficit hídrico para o cafeeiro, a
irrigação proporcionou um crescimento mais acentuado dos ramos
plagiotrópicos e, com isso, maior diâmetro de copa, tanto nos sistemas
adensados de plantio quanto em sistemas tradicionais (Carvalho et al., 2006).
Segundo Davies et al. (2000), existem consideráveis evidências na
literatura de que o crescimento dos ramos e as trocas gasosas na planta podem
ser limitados por sinais hidráulicos e químicos, como efeito da seca no solo.
Nesse sentido, Lovisolo & Schubert (1998), trabalhando com videiras irrigadas e
não irrigadas, verificaram maior crescimento dos ramos nas plantas irrigadas e,
juntamente com estes resultados, mediram maior condutividade hidráulica nas
plantas irrigadas e maior diâmetro de vasos do xilema nestes ramos. Ainda, a
restrição no suprimento de água a partir do solo resulta em déficit hídrico no
ramo e essa resposta pode limitar o seu crescimento e o seu funcionamento
(Kramer, 1983). Portanto, condições que reduzem o crescimento da planta
diminuem a condutividade hidráulica no ramo pela indução do desenvolvimento
de vasos do xilema com diâmetro menor (Nijsse et al., 2001). Duas condições
causam este comportamento: o sombreamento (Schultz & Matthews, 1993) e o
estresse hídrico (Lovisolo & Schubert, 1998), os quais ocorrem no cafeeiro,
principalmente o auto-sombreamento e o estresse na época de seca (abril a
setembro).
Foi encontrada correlação negativa significativa (r=-0,754, p=0,000)
entre o número de vasos.mm
-2
e o diâmetro de vasos (Figura 9). Isso indica que
quanto maior o número de vasos.mm
-2
numa determinada área do xilema de um
ramo de cafeeiro, menor é o diâmetro médio destes vasos.
Os diâmetros de vasos mais freqüentes medidos em ramos de cafeeiro
estavam na faixa de 13 a 27µm (Figura 15). Estas medidas caracterizam vasos
48
extremamente pequenos e as medidas de freqüência comentadas anteriormente
demonstram que são muito numerosos (acima de 40 vasos de xilema.mm
2
).
Plantas com vasos de diâmetros pequenos, mesmo que sejam numerosos,
implicam em menor condutividade, quando comparadas a plantas com vasos de
diâmetros maiores. Confirmando esta afirmativa, a Lei de Hagen-Poisseuille
demonstra que um conduto com 256 vasos com diâmetro de 1 unidade tem a
mesma capacidade de fluxo que 1 vaso com diâmetro quatro vezes maior, ou
seja de 4 unidades (Rice & McArthur, 2004).
Os resultados para número de vasos na seção transversal do pedúnculo
dos frutos indicam tendência de aumento do número de vasos com o aumento do
grau de maturação dos frutos, de verde para seco (Figura 14). Sabe-se que
características, como o número, diâmetro e comprimento dos vasos do xilema,
influenciam na condutividade hidráulica na rota ramo-fruto (Tyerman et al.,
2004). Estes resultados indicam que o maior número de vasos poderia ter
promovido um crescimento mais acelerado dos frutos (verificado no
experimento II deste estudo), fazendo com que estes atingissem o seu
crescimento potencial mais cedo e, com isso, possivelmente, iniciassem o
processo natural de maturação mais cedo, quando comparados com frutos de
menor número de vasos. Ainda, frutos oriundos de floradas diferentes poderiam
atingir a maturação em momentos diferentes. Ou seja, frutos oriundos das
primeiras floradas poderiam atingir o estádio seco mais cedo que frutos oriundos
de floradas posteriores. Neste sentido, é possível afirmar que gemas em estádio
mais avançado de desenvolvimento têm o tecido vascular do xilema mais
desenvolvido que gemas em início de desenvolvimento, conforme demonstrado
por Crisosto et al. (1992), em seu estudo com cafeeiro.
Em frutos ocorre desenvolvimento do xilema secundário, sendo este
afetado por fatores ambientais e hormonais. O impacto que o ambiente exerce
sobre a atividade cambial reflete na diferenciação das células do xilema
49
secundário, podendo modificar sua estrutura e suas propriedades (Costa et al.,
2004). Os mesmos autores relatam que fatores como seca inundação, altitude,
latitude e constituição do solo podem alterar significativamente a estrutura
anatômica do xilema secundário. O período de seca em cafeeiro ocorre de abril a
setembro e uma exposição diferenciada à seca poderia levar ao desenvolvimento
diferencial do xilema.
Diante do exposto, foram verificadas evidências da contribuição do
xilema no desenvolvimento assincrônico dos frutos do cafeeiro e que as
diferenças na constituição do xilema dos frutos se formam nas primeiras fases do
desenvolvimento das gemas do cafeeiro.
Ainda, a diminuição do diâmetro do lúmen dos vasos verificada neste
estudo, devido ao processo de formação de parede secundária, pode limitar o
fluxo do xilema. Mas, por que os cafeeiros interromperiam ou diminuiriam o
fluxo para os frutos? Possivelmente, este aumento de espessura da parede
secundária afetaria o secamento dos frutos por ocasião da maturação. Em apoio
a esta hipótese, Lang & Düring (1991) relatam que os processos de lignificação
dos vasos do xilema dos frutos podem provocar a interrupção ou a redução do
fluxo do xilema (Lang & Düring, 1991). Evidências indicam que células do
xilema lignificadas de pedúnculos de videira na fase final do crescimento dos
frutos interrompem o fluxo pela ruptura da continuidade do xilema (Coombe &
McCarthy, 2000). Isso implica que, após o amadurecimento da baga da videira,
o crescimento pode ser fisicamente restrito, até que outro aspecto permita que o
desenvolvimento continue. Este processo observado em frutos de cafeeiro
necessita ser sistematicamente estudado.
Em hipótese, o período de baixa disponibilidade de água que ocorre nos
meses de abril a setembro pode induzir embolismo nos vasos do xilema,
induzindo os frutos à maturação. Nesse sentido, Tyerman et al. (2004)
realizaram medidas diretas da condutividade ao longo do caminho pedúnculo-
50
baga, em variedades de uva Shiraz e Chardonnay. Estes autores concluíram que,
para ambas as variedades, ocorre um progressivo declínio na condutividade
entre o 65° e o 95° dia após o florescimento e sugerem que a redução observada
na condutância pode ser uma combinação da restrição do xilema e reduzida
presença ou atividade de aquaporinas.
Sinais da raiz podem ser enviados para os frutos, influenciando o seu
desenvolvimento. Mudanças desenvolvidas na conecção hidráulica e,
conseqüentemente, química entre o ramo e o fruto são ainda pouco estudadas
(Davies et al., 2000). Recentemente, porém, a arquitetura hidráulica neste local
tem sido elucidada e as idéias de sinais transmitidos da raiz para o ramo estão
sendo estendidas para uma consideração de mecanismos sinalizando de ramo
para fruto (Davies et al., 2000). A capacidade de sinais transmitidos pela raiz
restringir o crescimento de frutos, de forma como no resto da planta, pode
depender de um número de fatores, como a capacidade deste sinal de penetrar no
local de ação nos frutos. Para o desenvolvimento completo do fruto do tomate, é
necessário que este receba um grande suprimento de água via floema. Pois,
sinais transmitidos via xilema podem chegar ao fruto somente no início do
desenvolvimento (mas podem não penetrar) e, então, serem percebidos mais
tarde. Isso potencialmente explica o reduzido efeito no tamanho do fruto e
produção, relativa às partes vegetativas da planta (Davies et al., 2000). O mesmo
autor ainda relata que a seca parcial da raiz tem sido bem sucedida em videira e
em tomate porque os frutos dessas plantas podem ser particularmente isolados
do xilema do resto da planta. Exemplo disso pode ser o restrito encolhimento ou
o inchaço do fruto quando o estado hídrico da planta é manipulado.
São necessários mais estudos no intuito de evidenciar os motivos que
afetam o crescimento e a maturação diferencial dos frutos do cafeeiro. Bondada
et al. (2005) demonstram que o os elementos condutores do xilema, tanto axial
quanto periféricos, continuam intactos e aparentemente funcionais durante o
51
desenvolvimento da baga da uva. No entanto, o consenso é que o xilema pós-
maturação não seja funcional. Estes pesquisadores ainda sugerem que, após a
completa expansão dos frutos e maturação, a interrupção do fluxo pode ser
devido à formação de embolia no xilema. Tyerman e seus colegas de trabalho
sugerem que a diminuição do fluxo por ocasião da maturação pode ser resultado
de um efeito conjunto do apoplasto (ruptura do xilema) e simplasto
(aquaporina/condutividade hidráulica da membrana) (Tyerman et al., 2004).
52
4.2. Experimento II: Caracterização do sistema vascular de frutos em
crescimento
Na Figura 16 são apresentadas às curvas de crescimento dos frutos em
função dos dias após o florescimento (DAF), nos dois tipos de frutos (maior e
menor). Nos frutos do grupo “maior”, o máximo crescimento (10,5 cm de
diâmetro) foi atingido aos 130 DAF enquanto que, nos frutos do grupo “menor”
(8,5 cm de diâmetro), aos 127 DAF.
Como esperado, o tamanho “menor” mostrou uma curva com diâmetros
de frutos significativamente menores que o tamanho “maior” (anova em anexo)
mas, como a antese desses frutos foi no mesmo dia, o que proporcionou este
crescimento diferenciado em frutos de mesma infrutescência? A diferença no
número de vasos dos seus pedúnculos? A diferença no diâmetro de vasos nos
seus pedúnculos? Estas duas variáveis atuando de forma conjunta?
As equações que definem o modelo de crescimento dos diâmetros dos
frutos (DF) em função dos DAF estão descritas a seguir:
DF “maior” = -8,1583 + 0,2865 * DAF-0,0011* DAF
2
; R
2
= 0,941
DF “menor” = -10,9647+0,3057 * DAF-0,0012 * DAF
2
; R
2
= 0,936
53
MAIOR MENOR
40 60 80 100 120 140 160
DIAS APÓS O FLORESCIMENTO
0
2
4
6
8
10
12
DIÂMETRO DO FRUTO (mm)
FIGURA 16: Crescimento em diâmetro dos frutos de cafeeiro, dias após o
florescimento (DAF).
Na Figura 17 são apresentados os resultados para a variável número de
vasos de xilema na seção transversal do pedúnculo dos frutos, por tamanho e
DAF. Observa-se que, para ambos os tamanhos (maior e menor), houve um
aumento progressivo no número de vasos no pedúnculo destes frutos, à medida
que estes foram se expandindo. As equações que expressam este comportamento
são mostradas a seguir:
NV “maior” = -11,7831 + 2,69 * DAF; R
2
= 0,78.
NV “menor” = -29,472 + 2,36 * DAF; R
2
= 0,68.
Observa-se que o número de vasos aumenta com o tamanho dos frutos e,
para os frutos “menor”, atinge o ponto máximo aos 160 DAF, com 310 vasos no
seu pedúnculo. Os frutos “maior” aos 160 dias, apresentam 419 vasos no
pedúnculo. Esta quantidade de vasos, sem dúvida, permite melhor condição de
54
aporte hídrico para os frutos “maior”, na mesma infrutescência, quando
comparados aos frutos “menor”. Os frutos “maior” apresentaram maior número
de vasos que os frutos “menor”, durante todo o período de análise.
MAIOR MENOR
40 60 80 100 120 140 160
DIAS APÓS O FLORESCIMENTO
0
100
200
300
400
500
600
NÚMERO DE VASOS
FIGURA 17: Número de vasos do xilema na seção transversal do pedúnculo
dos frutos de cafeeiro, dias após o florescimento.
Na Figura 18 são apresentados os resultados para a variável diâmetro de
vasos do pedúnculo dos frutos (DV), em função dos DAF, os quais estão
representados pelas seguintes equações de regressão:
DV “maior”= -2,4995 + 0,2357 * DAF - 0,001x DAF
2
; R
2
=0,803
DV “menor”= -3,6172 + 0,2445 * DAF - 0,001 x DAF
2
; R
2
=0,745
55
MAIOR MENOR
40 60 80 100 120 140 160
DIAS APÓS O FLORESCIMENTO
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
DIÂMETRO DE VASOS (µm)
FIGURA 18: Diâmetro de vasos do xilema da seção transversal do
pedúnculo dos frutos, dias após o florescimento.
Os frutos de tamanho “maior” na infrutescência atingem o máximo de
diâmetro aos 117,8 DAF, enquanto os frutos “menor” atingem o máximo de
diâmetro aos 122,2 DAF (Figura 16). Após atingirem o pico, observa-se uma
tendência à diminuição no diâmetro dos vasos nos dois tamanhos de frutos. Esta
diminuição no diâmetro pode provocar uma restrição no aporte de água aos
frutos.
Na Figura 19 observa-se que foi encontrada correlação positiva (r=0,82)
entre o diâmetro dos frutos e o diâmetro de vasos (DV), de acordo com a
seguinte equação linear abaixo:
DF = -4,2849 + 1,1767 * diâmetro de vasos
56
4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
DIÂMETRO MÉDIO DOS VASOS
0
2
4
6
8
10
12
DIÂMETRO DO FRUTO
FIGURA 19: Correlação entre o diâmetro do fruto (mm) e o diâmetro de
vasos (µm) do pedúnculo dos frutos de cafeeiro (r= 0,82, p<0,000 pelo teste t
de Student, n=70).
Da mesma forma, foi encontrada correlação positiva (r=0,84) entre o
diâmetro do fruto e o número de vasos do xilema do pedúnculo dos frutos, de
acordo com a equação linear abaixo:
DF = 1,9805 + 0,0218 * número de vasos
57
0 100 200 300 400 500 600
NÚMERO DE VASOS
0
2
4
6
8
10
12
DIÂMETRO DO FRUTO
FIGURA 20: Correlação entre diâmetro de vasos da seção transversal do
pedúnculo dos frutos (µm) e diâmetro de frutos (mm) cafeeiro (r= 0,84,
p<0,000 pelo teste t de Student, n=70).
Na Figura 21 é mostrada a correlação entre número de vasos e o
diâmetro dos vasos da seção transversal do pedúnculo dos frutos do cafeeiro.
Esta correlação é positiva e explicada pela seguinte equação:
Número de vasos = -144 + 39,02 * diâmetro do vaso, r=0,70.
58
45678910111213
DIÂMETRO MÉDIO DE VASOS
14
0
100
200
300
400
500
600
NÚMERO DE VASOS
FIGURA 21: Correlação entre número de vasos e o diâmetro dos vasos
(µm) da seção transversal do pedúnculo dos frutos (r= 0,70, p<0,000 pelo
teste t de Student, n=70).
Resultados distintos foram encontrados para número e diâmetro de vasos
durante o crescimento dos frutos de cafeeiro. Para ambos os tamanhos de frutos
foram verificados aumento progressivo do número de vasos, mas o mesmo não
aconteceu com o diâmetro, o qual estabilizou o aumento durante o crescimento
dos frutos. O crescimento dos frutos e da planta como um todo se dá por divisão
e alongamento celular e a água está diretamente envolvida nesses dois processos.
Rogiers et al. (2001) relatam que a água necessária ao alongamento e a
transpiração da maioria dos órgãos entra geralmente pelo xilema. No entanto,
em frutos carnosos, xilema e floema participam do transporte de água e alternam
sua participação dependendo do estádio de desenvolvimento do fruto. Em alguns
frutos jovens, o floema é a fonte dominante e em outros frutos, tais como
59
tomate, maçã, kiwi e uva, há uma clara redução na proporção de água que entra
no fruto pelo xilema quando o fruto amadurece (Rogiers et al., 2001).
As correlações positivas encontradas (Figuras 19 e 20) entre o diâmetro
de vasos e o diâmetro de frutos e entre o número de vasos e o diâmetro dos
frutos evidenciam a importância dessas duas características do xilema para o
crescimento dos frutos do cafeeiro.
Possivelmente, as diferenças no sistema vascular do xilema já ocorrem
em estádios de desenvolvimento anteriores à primeira época utilizada neste
trabalho, tornando importante o estudo dos fatores não genéticos, que
influenciam efetivamente no número e diâmetro de vasos do xilema, no intuito
de melhorar o crescimento desses frutos. Crisosto et al. (1992) demonstraram
distinta diferença nos tecidos do xilema nos estádios 3 e 4 das gemas do
cafeeiro. Neste caso, se não ocorrer uniformização do número e tamanho dos
vasos do xilema, isso pode refletir no tamanho dos frutos e também na
uniformidade de maturação.
Esta diferença no número e no diâmetro dos vasos de xilema no
pedúnculo dos frutos de cafeeiro certamente influencia o fluxo na rota que leva
ao fruto. A resistência hidráulica no xilema aumenta fortemente, dependendo do
número e raio dos vasos do xilema ao longo da rota de transporte (Nobel, 1983).
De acordo com a Lei de Hagen-Poiseuille, a resistência hidráulica de um vaso
individual é inversamente proporcional ao raio deste na quarta potência
(Zwieniecki et al., 2004). Importante salientar que o diâmetro dos vasos, o
comprimento finito dos vasos e o transporte concomitante de um vaso para o
outro pode também influenciar fortemente a resistência hidráulica (Nijsse et al.,
2001). Então, regiões com pequenos vasos aumentam significativamente a
resistência hidráulica no xilema.
Um déficit hídrico é prejudicial durante o crescimento dos frutos (Rena
& Maestri, 2000). Alguns autores afirmam que o estresse hídrico durante o
60
crescimento pode provocar aumento na resistência hidráulica do xilema pela
indução do desenvolvimento de vasos do xilema com um diâmetro menor. De
fato, em caules de milho (Abd EL-Rahim et al., 1998) e videira (Lovisolo &
Schubert, 1998), a baixa disponibilidade de água na raiz resulta em elementos de
xilema de menor diâmetro.
Outros fatores podem influenciar na condutividade na rota solo-fruto. A
redução da condutividade pode ser causada pela cavitação no xilema (Tyree &
Sperry, 1989) ou uma redução no número ou tamanho dos vasos (Tyree &
Ewers, 1991). Zimmermann & Jeje (1981) afirmam ser possível que vasos de
pequeno comprimento, os quais são associados a pequeno diâmetro, podem
contribuir para reduzir a condutividade. Além disso, o diâmetro de vaso e a
condutividade hidráulica podem ser afetados pela baixa disponibilidade de luz e
pelo estresse hídrico (Schultz & Matthews, 1993).
Fatores hormonais podem influenciar no desenvolvimento do xilema em
plantas. Altas concentrações de etileno inibem o desenvolvimento do xilema,
mas auxina é crucial para diferenciação precoce do xilema (Sugiyama &
Komamine, 1990) e isso possivelmente ocorreu devido à inibição do etileno pelo
transporte polar de auxina (Beyer & Morgan, 1971).
Estudos relatam que maior produtividade de uma cultura, bem como
frutos de maiores tamanhos, pode ser alcançada com a manipulação da relação
fonte-dreno, tornando importante o estudo dos aspectos bioquímicos associados
aos eventos reprodutivos do cafeeiro.
61
4.3. Experimento III: Aspectos bioquímicos associados a eventos
reprodutivos do cafeeiro
O metabolismo dos carboidratos em cafeeiro foi estudado determinando-
se o teor de carboidratos e a atividade enzimática degradante destes, em folhas,
ramos, gemas e frutos de cafeeiro. Os resultados para gema e fruto serão
apresentados nos mesmos gráficos, sendo que a última época (dia 321) refere-se
a fruto e as anteriores às gemas. Serão abordados, inicialmente, os resultados de
teor de carboidratos e, posteriormente, os de atividade enzimática. As coletas
para análises dos carboidratos e enzimas foram realizadas nas datas
correspondentes aos dias julianos a seguir: 146=25/05/04, 176=24/06/04,
202=20/07/04, 233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04,
266=22/09/04 e 321=16/11/04). Os dados estão exibidos com os modelos de
regressão ou com as médias, quando significativos ou não, respectivamente.
4.3.1. Metabolismo de carboidratos em folhas, ramos, gemas e frutos de
café arábica: análise do conteúdo nos tecidos
Na Figura 22 são apresentados os resultados de teor de amido em folhas,
ramos e gemas em diferentes épocas durante o período reprodutivo do cafeeiro.
A análise de variância para estes dados encontra-se na Tabela 17A dos anexos.
Pode-se observar, a partir do dia 200 (18/07/04), um declínio nos teores de
amido nas folhas e, posteriormente, nas gemas, enquanto que no ramo o
conteúdo permanece constante. Esta diminuição do amido nas folhas deve-se,
possivelmente, à transformação do amido em açúcares solúveis para serem
transportados às gemas e servirem de energia e esqueletos carbônicos para
crescimento destes órgãos. O conteúdo de amido na folha foi maior que no ramo
até aproximadamente o dia 230, quando começou a diminuir e depois se tornar
menor. O conteúdo de amido na gema estava alto no dia 233 (20/08/04) e
posteriormente diminuiu progressivamente, até que no fruto atingiu 2,5mg.g
-1
. O
62
conteúdo de amido nos ramos não apresentou muita variação nas épocas
analisadas, indicando que a mobilização deste carboidrato não ocorre no período
reprodutivo.
As equações dos modelos que melhor se ajustam aos dados de amido
(anovas em anexo) são as seguintes:
Amido na folha= 0,4025+0,2612X-0,00074X
2
, R
2
=0,8456,
Pr(>F)=0,000
Amido na gema= 169,7-1,008X+0,001518X
2
, R
2
=0,9039, Pr(>F)=0,000
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
Conteúdo de amido (mg de glicose.gMS
-1
)
0
5
10
15
20
25
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 22: Conteúdo de amido em folhas ramos e gemas, em diferentes
épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro. Dias julianos
correspondem as datas: 146=25/05/04, 176=24/06/04, 202=20/07/04,
233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04, 266=22/09/04 e
321=16/11/04. A seta indica o dia do surto principal de florescimento.
63
Os resultados encontrados neste trabalho confirmam a afirmação de
Barros & Maestri (1974), os quais relatam que, para o desenvolvimento das
gemas florais, é importante a atividade metabólica da planta no inverno (Barros
& Maestri, 1974). Ainda, Melotto (1987) afirma que a principal fonte de
carboidratos para os botões florais é oriunda do processo fotossintético e não das
reservas contidas nos ramos, o que, segundo Rena et al. (1996), sugere elevado
grau de dependência do estado nutricional da planta e da relação funcional entre
folha e fruto.
A partir dos resultados anteriormente apresentados, verificou-se que o
amido no ramo não foi consumido durante o crescimento das gemas florais
(Figura 22) o que mostra, para o cafeeiro, uma baixa capacidade de mobilização
dos carboidratos armazenados no ramo. Talvez este motivo contribua para que a
poda em cafeeiro não apresente resultados semelhantes às espécies de clima
temperado, como a macieira, em resposta a este manejo.
O conteúdo de amido diminuiu, nas gemas e nas folhas, nas épocas em
que ocorria a expansão celular das gemas (do dia 233 ao 266), possivelmente
para um fornecimento de reservas carbônicas necessárias para o crescimento
deste tecido neste período.
Em resumo, a fotossíntese é importante durante o desenvolvimento das
gemas e o amido acumulado na folha (e não no ramo) durante o inverno pode ser
mobilizado e utilizado nos períodos de maior crescimento. O amido, não sendo
mobilizado do ramo para os órgãos em crescimento (gemas e frutos), torna a
poda uma prática pouco usada em cafeeiro. Isso difere de plantas frutíferas de
clima temperado, as quais exibem altas taxas de mobilização de reservas e a
prática da poda é indispensável.
A degradação do amido na folha pode ter duas funções: a primeira é a
formação de sacarose para exportar aos órgãos dreno e a segunda é o consumo
de açúcares pela própria folha na respiração. A degradação de amido na gema,
64
provavelmente, é para utilizar na respiração ou para ser usada na síntese de
parede celular durante o crescimento deste órgão.
O amido é tido como a mais difundida reserva de carbono armazenada
em plantas, enquanto a sacarose exerce papel central no crescimento e no
desenvolvimento das plantas, como uma forma primária de transporte de
carbono e energia na maioria das espécies vegetais e também como um
regulador da expressão de genes.
Na Figura 23 são apresentados os resultados dos conteúdos de açúcares
solúveis totais (AST) em folhas, ramos e gemas de cafeeiro. Observou-se, nas
folhas um aumento progressivo dos AST, indicando um aumento da atividade
metabólica nas folhas, principalmente no dia 321, época em que os frutos
encontravam-se no estádio de chumbinho, exigindo um bom aporte de
assimilados provenientes das folhas. Este aumento dos AST pode ter sido
proporcionado pela degradação do amido existente nas folhas. Nos ramos foi
observado um aumento dos AST do dia 146 ao dia 176 e posteriormente ocorreu
uma diminuição destes AST em épocas que as gemas estão iniciando o seu
crescimento, no período de 220 até 250 dias. Nas gemas foi observado um
aumento dos AST por ocasião do seu crescimento. No período de 240 a 266 dias
foi observado um grande aumento, indicando uma intensa atividade metabólica
nas gemas, plenamente explicado, pois nesta fase inicia o entumecimento das
gemas e culmina com o surto principal de florescimento, aos 272 dias (28 de
setembro). De maneira geral, os AST apresentaram valores menores no ramo,
quando comparados com folhas e gemas (anova em anexo). O aumento dos AST
na gema pode ser de carbono vindo das folhas ou da degradação do amido das
próprias gemas, já que não se observou a degradação do amido nos ramos.
Os modelos que melhor se ajustam aos dados são os seguintes:
AST na folha= -2,52 + 0,0595X, R
2
=0,4736, Pr(>F)=0,041.
AST no ramo= 34,00-0,259X-0,00056X
2
, R
2
=0,5403, Pr(>F)=0,020.
65
AST na gema = 1,18E
4
-1,334E
2
X+4,986E
-1
X
2
-6,146E
-4
X
3
, R
2
=0,8521,
Pr(>F)=0,000.
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
Conteúdo de AST (mg.gMS
-1
)
0
5
10
15
20
25
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 23: Conteúdo de açúcares solúveis totais em folhas, ramos e
gemas, em diferentes épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo do
cafeeiro. Dias julianos correspondem as datas: 146=25/05/04, 176=24/06/04,
202=20/07/04, 233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04,
266=22/09/04 e 321=16/11/04. A seta indica o dia do surto principal de
florescimento.
Na Figura 24 é apresentado o conteúdo de frutose nas folhas, ramos e
gemas, durante o desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro. Nas folhas e nos
ramos o conteúdo de frutose se manteve abaixo de 2 mg.gMS
-1
durante todo o
período analisado, provavelmente mantendo somente o conteúdo usado na
respiração. Já nas gemas, o conteúdo foi muito baixo do início do
entumecimento (233 dias = 20/08/04) até inicio do abotoamento das gemas (dia
266 = 22/09/04, ver Figura 1), e após aumentou o conteúdo de frutose para 13
66
mg.gMS
-1
, indicando uma alta atividade metabólica, sendo que 7 dias depois
ocorre o principal surto de florescimento.
Os modelos que melhor se ajustam aos dados são os seguintes:
Frutose no ramo= -24,77+3,843E
-1
X-1,858E
-3
X
2
+2,874E
-6
X
3
,
R
2
=0,9934, Pr(>F)=0,019.
Frutose na gema= -2,087E
5
+3,2E
3
X-1,833E
1
X
2
+4,644E
-2
X
3
, R
2
=0,7487,
Pr(>F)=0,000.
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
Conteúdo de frutose (mg.gMS
-1
)
0
2
4
6
8
10
12
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 24: Conteúdo de frutose nas folhas em folhas, ramos e gemas, em
diferentes épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro. Dias
julianos correspondem as datas: 146=25/05/04, 176=24/06/04, 202=20/07/04,
233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04, 266=22/09/04 e
321=16/11/04. A seta indica o dia do surto principal de florescimento.
Na Figura 25, apresenta-se o conteúdo de glicose em folhas, ramos e
gemas do cafeeiro. Nos ramos o conteúdo de frutose manteve-se baixo durante
todo o período analisado. Nas folhas, o conteúdo manteve-se em torno de 4
67
mg.gMS
-1
, com pico no dia 266, anterior a antese. Nas gemas, o conteúdo de
glicose apresentou um pico no dia 266 e manteve-se até o dia 321. Importante
salientar os dois picos, de frutose e de glicose que ocorreram 7 dias antes do
florescimento. Este aumento significativo da glicose durante o período de
desenvolvimento visível das gemas (dias 233 a 266), é muito importante na
síntese de parede celular e na formação das cadeias de celulose para a expansão
celular e o crescimento da gema. Os modelos que melhor se ajustam aos dados
são os seguintes: Glicose na folha e no ramo não foi significativo. Glicose na
gema= 3873-43,82X+0,164X
2
-2,022E
-4
X
3
, R
2
=0,9047, Pr(>F)=0,000.
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
Conteúdo de glicose (mg.gMS
-1
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 25: Conteúdo de glicose em folhas, ramos e gemas, em diferentes
épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro. Dias julianos
correspondem as datas: 146=25/05/04, 176=24/06/04, 202=20/07/04,
233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04, 266=22/09/04 e
321=16/11/04. A seta indica o dia do surto principal de florescimento.
68
Na Figura 26 é mostrado o conteúdo de sacarose em folhas, ramos e
gemas, durante o período reprodutivo do cafeeiro. Observou-se no ramo e na
folha um pico de sacarose por volta do dia 276, época em que o dreno das gemas
ainda é muito fraco, pois as mesmas encontram-se em estádio dormente. Ainda
no ramo, pode-se observar que a sacarose foi geralmente baixa, mas, em termos
relativos, percebe-se a grande contribuição deste carboidrato na constituição dos
AST. Nas gemas, a sacarose esteve sempre baixa, o que mostra que os principais
açúcares acumulados neste tecido dreno são hexoses, facilmente explicável
devido à necessidade de manter um gradiente de sacarose favorável às gemas e
também a quebra de sacarose para impulsionar o crescimento das gemas.
Os modelos que melhor se ajustam aos dados são os seguintes:
Sacarose na folha= -4,99+0,044X, R
2
=0,4467, Pr(>F)=0,031.
Sacarose no ramo= -85,65+1,3X-0,006029X
2
+8,937E
-6
X
3
, R
2
=0,8056,
Pr(>F)=0,017.
Sacarose na gema = 80,48-0,5838X+0,0011X
2
, R
2
=0,6940,
Pr(>F)=0,000.
69
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
Conteúdo de sacarose (mg.gMS
-1
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 26: Conteúdo de sacarose em folhas, ramos e gemas, em diferentes
épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro. Dias julianos
correspondem as datas: 146=25/05/04, 176=24/06/04, 202=20/07/04,
233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04, 266=22/09/04 e
321=16/11/04. A seta indica o dia do surto principal de florescimento.
Na Figura 27 é mostrada a relação sacarose/(glicose+frutose) (S/G+F)
nos diversos tecidos, durante o período reprodutivo do cafeeiro. Uma relação
S/G+F de 2 indica que o conteúdo de sacarose é o dobro que a soma de glicose e
frutose. Na folha, esta relação foi maior do que 1 somente no dia 270, dois dias
antes do florescimento, conforme mostrado pelo modelo na figura 27. No ramo,
a relação fica próxima de 2 nas três primeiras épocas, caracterizadas pela
dormência das gemas por ser um período de baixa disponibilidade hídrica. A
relação S/G+F diminuiu até o dia 251 (07/09/04) e tornou a aumentar a partir
deste dia, até o dia 321, no fruto ficar novamente próxima de 2.
70
Nas gemas a relação S/G+F foi sempre menor que 0,7, durante a fase 2,
ou seja, o período compreendido entre o dia 233 e o dia 266. Nesta fase as
gemas estão em pleno desenvolvimento, crescendo rapidamente, sendo
necessário que se mantenha uma relação baixa, até que ocorra o florescimento,
no dia 272. Os modelos que melhor se ajustam aos dados são os seguintes:
S/G+F na folha= 2,412-0,0216X+6,02E
-5
X
2
, R
2
=0,7758, Pr(>F)=0,094.
S/G+F no ramo= -0,3067+0,4646X-0,00213X
2
+3,116E
-6
X
3
, R
2
=0,7943,
Pr(>F)=0,005. S/G+F na gema = 16,27-0,1125X+0,000195X
2
, R
2
=0,7467,
Pr(>F)=0,000.
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
Relação sacarose/glicose + frutose
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 27: Relação entre sacarose e glicose+frutose, nas estruturas folha,
ramo e gema, em diferentes épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo
do cafeeiro. Dias julianos correspondem as datas: 146=25/05/04,
176=24/06/04, 202=20/07/04, 233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04,
259= 15/09/04, 266=22/09/04 e 321=16/11/04. A seta indica o dia do surto
principal de florescimento.
71
A maior relação S/G+F nos ramos indica que este tecido é importante no
transporte de carboidratos da fonte (folhas) aos drenos (gemas), durante o
desenvolvimento reprodutivo. Também é possível observar (Figura 26) a
ocorrência, a partir de 31/08, do estabelecimento de um gradiente de sacarose,
com maior conteúdo na folha, depois no ramo e, por último, na gema,
possivelmente devido ao transporte deste carboidrato para o dreno (gema). Pode-
se perceber também o aumento do teor de glicose+frutose na gema nestas
épocas, possivelmente resultado da degradação da sacarose.
Ward et al. (1998) relatam que os carboidratos solúveis (frutose, glicose
e sacarose) têm importância na regulação osmótica e no transporte. Ainda, as
propriedades físico-químicas da sacarose, incluindo a sua baixa viscosidade em
soluções concentradas e a sua estabilidade química, na condição de um
dissacarídeo não redutor, são propriedades chaves que fazem desse açúcar um
composto ideal para o transporte a longa distância (Ward et al., 1998).
O alto teor de AST encontrado na gema (Figura 23, dia 266 = 22/09/04)
e no fruto (dia 321 = 16/11/04) deve-se ao teor de glicose+frutose, enquanto que,
na folha, deve-se à sacarose, indicando um alto metabolismo respiratório na
gema e no fruto e alta síntese de sacarose na folha para suprir de carboidratos as
gemas. De acordo com a hipótese de que as hexoses favorecem a divisão e a
expansão celular, enzimas do metabolismo dos carboidratos, como as invertases,
servem de indicador para iniciação e expansão de novas estruturas de drenos
(Koch, 2004).
A sacarose desempenha um importante papel no crescimento e no
desenvolvimento das plantas, pois é uma molécula essencial na distribuição de
fotoassimilados, como fonte de carbono para manter o metabolismo da célula e o
crescimento da planta e também como um regulador da expressão de genes.
Assim, a demanda por produtos de sua degradação é um fator importante para
vários processos biológicos e é controlada por enzimas de degradação (Winter &
72
Huber, 2000). Nesse sentido, Koch (2004) afirma que o metabolismo da
sacarose pode ser considerado como o coração de um sistema sensível e auto-
regulador do desenvolvimento de plantas.
Em tecidos vegetais, o processo inicial para a utilização da sacarose é a
sua clivagem por meio das enzimas invertases ou SUSY, resultando na produção
de hexoses – glicose ou UDP-glicose, respectivamente –, que são essenciais
como fontes de energia, produto primário para a síntese de diferentes produtos
de reserva e para atender à demanda de crescimento dos tecidos. Embora
invertases e SUSY sejam envolvidas na clivagem de sacarose, a participação de
cada uma dessas enzimas no crescimento e no desenvolvimento de plantas é
diferenciada (Winter & Huber, 2000).
Geromel et al. (2006) afirmam que, em órgãos dreno da maioria das
espécies de plantas, essas diferenças são controladas por enzimas que degradam
e (re)sintetizam a sacarose, respectivamente como as invertases e as sacaroses
sintases (susys) e sacarose fosfato sintase (SPS).
4.3.2. Metabolismo de carboidratos em folhas, ramos, gemas e frutos de
café arábica: análise da atividade enzimática nos tecidos.
Na Figura 28 são apresentados os resultados da atividade da enzima
invertase neutra do citosol (INC) na gema e na folha. Pôde-se observar alta
atividade da INC durante o período de desenvolvimento da gema,
principalmente no período que antecede o florescimento, indicado pela seta. Na
folha observou-se um aumento da atividade da INC a medida que o
florescimento se aproximava, chegando ao máximo no dia 265 e decrescendo no
período de expansão dos frutos. A alta atividade da INC na gema foi
acompanhada por baixos teores de sacarose neste tecido e altos conteúdos de
hexoses, indicando uma alta atividade metabólica. A INC não apresentou
atividade nos ramos.
73
O único modelo que obteve ajuste significativo para a INC foi:
INC na gema = -1,251E
4
+97,48X-0,1799X
2
, R
2
=0,5668, Pr(>F)=0,014.
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
INC (µmol de AR.g
-1
MS.h
-1
)
0
200
400
600
800
Gema
Folha
FIGURA 28: Atividade da invertase neutra do citosol (INC) em folhas e
gemas, em diferentes épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo do
cafeeiro. Dias julianos correspondem as datas: 146=25/05/04, 176=24/06/04,
202=20/07/04, 233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04,
266=22/09/04 e 321=16/11/04. A seta indica o dia do surto principal de
florescimento.
Na Figura 29 são mostrados os resultados de atividade da enzima IAV
no período reprodutivo do cafeeiro, em folhas, ramos e gemas. Constatou-se que
a IAV apresentou, da mesma forma que a INC, um pico de atividade na gema,
no período que antecede o florescimento. A atividade média da IAV variou entre
100 e 400 µmol de AR g
-1
MS.h
-1
, considerando todas as estruturas. Já na folha,
observou-se alta atividade desta enzima no período de dormência das gemas (de
junho a agosto). A possível explicação para isso é o fato de que, não ocorrendo
74
nesta data uma intensa translocação da sacarose para os drenos (gemas), por
estarem dormentes, esta sacarose foi novamente transformada em hexoses, para
serem usadas na síntese de amido na folha ou para serem metabolizadas na
respiração e a principal enzima neste papel é a IAV. Ao encontro desta hipótese
verifica-se o aumento do amido e dos AST nas folhas, nesta mesma época
(Figuras 22 e 23, respectivamente). Nos ramos observou-se um aumento gradual
da atividade da IAV, sendo que no dia 321 atingiu o ápice, juntamente com alta
atividade da IAV nos frutos, com atividades em torno de 350 µmol de AR.g de
MS
-1
.h
-1
. O único modelo que se ajustou aos dados foi:
IAV no ramo = -192,5 +1,50X, R
2
=0,6231, Pr(>F)=0,000.
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
IAV (µmol de AR.g
-1
MS.h
-1
)
0
200
400
600
800
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 29: Atividade da invertase ácida do vacúolo em folhas, ramos e
gemas, em diferentes épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo do
cafeeiro. Dias julianos correspondem as datas: 146=25/05/04, 176=24/06/04,
202=20/07/04, 233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04,
75
266=22/09/04 e 321=16/11/04. A seta indica o dia do surto principal de
florescimento.
Na Figura 30 são apresentados os resultados referentes à atividade da
enzima IAPC, que apresentou atividade média variando entre 100 e 550 µmol de
AR.g
-1
MS.h
-1
, durante o período analisado nas diversas estruturas. Observou-se,
na gema uma atividade moderada, quando comparada com a INC e a IAV, mas
no fruto (dia 321) ficou evidenciada a importante atividade desta enzima neste
tecido. Observou-se uma tendência gradual de aumento da atividade desta
enzima após o florescimento até o período de expansão dos frutos (dia 321), o
mesmo aconteceu no ramo. Neste tecido, observou-se atividade desta enzima no
período de dormência indicando a importância desta para a manutenção da
atividade celular neste tecido. No fruto em expansão, a IAPC tem se mostrado a
principal enzima de degradação da sacarose.
Os ajuste dos modelos para os dados de atividade de IAPC são:
IAPC na folha= -684+9,59X-2,25E
-2
X
2
, R
2
=0,4179, Pr(>F)=0,008.
IAPC no ramo= -199,9+9,59X, R
2
=0,5393, Pr(>F)=0,000.
IAPC na gema = -396,2+2,397X, R
2
=0,4890, Pr(>F)=0,037.
76
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
IAPC (µmol de AR.g
-1
MS.h
-1
)
0
100
200
300
400
500
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 30: Atividade da invertase ácida da parede celular em folhas,
ramos e gemas, em diferentes épocas, durante o desenvolvimento
reprodutivo do cafeeiro. Dias julianos correspondem as datas:
146=25/05/04, 176=24/06/04, 202=20/07/04, 233=20/08/04, 244=31/08/04,
251=07/09/04, 259= 15/09/04, 266=22/09/04 e 321=16/11/04. A seta indica o
dia do surto principal de florescimento.
Na Figura 31 foi apresentada a atividade da sacarose sintase (SUSY) a
qual foi medida no sentido de degradação da sacarose, pois esta enzima, ao
contrário das outras apresentadas anteriormente, também trabalha no sentido de
síntese da sacarose. Na folha a atividade da SUSY praticamente não variou
durante o período analisado, mantendo-se em torno de 180 µmol de AR g
-1
MS.h
-1
. Já nas folhas observou-se uma baixa atividade no período anterior ao
florescimento e um mínimo de atividade aos 170 dias. No entanto, após o
florescimento a atividade da SUSY aumentou na folha até atingir o máximo no
período de expansão dos frutos (dia 321). Nas gemas a atividade estava baixa
77
antes do florescimento, mas após o mesmo cresceu linearmente até atingir o
máximo no dia 321. A SUSY parece ser uma enzima importante no período de
expansão dos frutos.
Em drenos, a sacarose que é degradada pela SUSY é usualmente
associada com a biossíntese de amido ou com a parede celular (dependendo do
tecido analisado, se tubérculo ou gema, respectivamente); já a sacarose
degradada pelas invertases fornece hexoses, supostamente utilizadas para
divisão celular nos estádios iniciais do desenvolvimento dos tecidos dreno
(Carlson et al., 2002). Em geral, as hexoses caracterizam mais as fases de
divisão e expansão celular, enquanto que altos teores de sacarose caracterizam as
fases de diferenciação e maturação (Borisjuk et al., 2003). Geromel encontrou
alta atividade de SUSY, 150 dias após o florescimento (Geromel, 2006).
Os modelos que se ajustaram aos dados de atividade de Susy são:
SUSY no ramo= -38,64+0,849X, R
2
=0,4827, Pr(>F)=0,007.
SUSY na gema = -348,3+2,026X, R
2
=0,9081, Pr(>F)=0,025.
78
Dia Juliano
120 140 160 180 200 220 240 260 280 300 320 340
SUSY (µmol de AR.g
-1
MS.h
-1
)
50
100
150
200
250
300
350
Folha
Ramo
Gema
FIGURA 31: Atividade da sintase da sacarose em folhas, ramos e gemas, em
diferentes épocas, durante o desenvolvimento reprodutivo do cafeeiro. Dias
julianos correspondem as datas: 146=25/05/04, 176=24/06/04, 202=20/07/04,
233=20/08/04, 244=31/08/04, 251=07/09/04, 259= 15/09/04, 266=22/09/04 e
321=16/11/04. A seta indica o dia do surto principal de florescimento.
Estas invertases, em outras espécies, fornecem hexoses para o
metabolismo celular (Hubbard et al., 1989; Yelle et al, 1991), mas também
participam no controle do crescimento e da diferenciação celular.
Provavelmente, a maior quantidade de sacarose que chega à gema ocorre
via simplasto, demonstrada pela maior atividade de uma enzima citossólica, a
INC. No entanto, no fruto foi verificada maior atividade da IAPC, demonstrando
ser importante à rota apoplástica. A crescente atividade da INC na folha,
possivelmente, está ligada ao fornecimento de energia (respiração) para os
processos metabólicos de síntese de sacarose e manutenção celular. De acordo
com a hipótese acima, a INC é considerada uma enzima de manutenção,
79
envolvida na degradação de sacarose quando as atividades da invertase ácida da
parede celular e SUSY são baixas (Copeland, 1990). Neste trabalho, foi
verificada alta atividade de INC nas gemas, maior atividade entre as invertases,
durante o período de crescimento intenso das gemas.
As enzimas invertases e sacarose sintase (SUSY) são citadas, por vários
autores, como responsáveis pelo controle de fluxo e hidrólise de sacarose em
tecidos-drenos (Zrenner et al., 1995; Isla et al., 1998; Sturm, 1999; Nguyen-
Quoc & Foyer, 2001; Etxeberria & Gonzalez, 2003). Assim, a demanda por
produtos da degradação da sacarose são fatores importantes para vários
processos biológicos e são controlados pelas enzimas de degradação (INC, IAV,
IAPC e SUSY) e de síntese, tais como a sintase da sacarose fosfato (SPS)
(Winter & Huber, 2000).
Neste trabalho, a IAV apresentou maior atividade no fruto, e esta enzima
parece controlar a rota primária de clivagem da sacarose em tecidos em
expansão (Winter & Huber, 2000) e em tecidos maduros (Copeland, 1990) e
contribui para o fluxo de hexoses através do tonoplasto e para a entrada de
hexoses no metabolismo citoplasmático. O controle temporal de ambos os
processos é facilitado pela compartimentalização, a qual pode integrar uma
função importante e sinalizadora da invertase ácida vacuolar com seu papel
osmótico na expansão (Kock, 2004).
A SUSY é uma enzima da qual são conhecidas duas isoformas, uma
solúvel no citosol e outra associada à plasmalema (Barrat et al., 2001). A forma
citosólica parece fornecer produtos para o metabolismo geral, enquanto a forma
associada à plasmalema parece fornecer UDPG (produto da degradação da
sacarose) diretamente para a síntese de celulose (Amor et al., 1995) e para a
formação de amido (Asano et al., 2002) e diversos polissacarídeos da parede
celular. Neste trabalho com cafeeiro, a atividade da SUSY foi importante para o
fruto, local onde apresentou atividade alta. A atividade da SUSY ocorreu
80
durante todo o desenvolvimento das gemas e em todos os tecidos estudados. No
cafeeiro, a SUSY parece ter maior participação em frutos em estádio mais
avançado de crescimento, conforme já estudado por Geromel (2006).
81
5. CONCLUSÕES
A maior área de parede celular e, conseqüentemente, também a menor
área de lúmem foram encontradas no tratamento não irrigado oeste, o qual
apresentou também o maior número de vasos por milímetro quadrado. Já o
tratamento irrigado leste apresentou maturação dos frutos mais rápida e mais
uniforme que os demais tratamentos avaliados.
Foi observado, em locais do ramo com vasos numerosos, que o diâmetro
destes vasos é menor e que existe tendência de aumento do número e diminuição
do diâmetro dos vasos do xilema do pedúnculo dos frutos, conforme aumenta o
estádio de maturação destes frutos. Ainda, o maior número e diâmetro dos vasos
no pedúnculo de frutos do cafeeiro proporcionam maior crescimento dos frutos e
esta característica é definida antes da antese.
Frutos oriundos de mesma florada no mesmo nó podem crescer
diferencialmente de acordo com as condições hidráulicas impostas pelo número
e o diâmetro dos vasos do pedúnculo destes frutos.
As reservas de amido da folha e da gema são importantes no
crescimento das gemas, no entanto, a mobilização do amido do ramo no período
reprodutivo do cafeeiro não ocorre.
As invertases e a SUSY são enzimas importantes no período de
desenvolvimento das gemas do cafeeiro. Estas enzimas ajudam a manter a
relação sacarose/(glicose+frutose) baixa na gema, para que ocorra um gradiente
de sacarose em direção a este tecido dreno. O baixo conteúdo de sacarose na
gema deve-se, principalmente, à atividade da INC. Próximo à abertura das
flores, os principais carboidratos acumulados são glicose e frutose. A IAPC e a
SUSY são as principais enzimas de degradação de sacarose no fruto de cafeeiro
82
em estádio de expansão. A atividade da INC em ramos de cafeeiro não foi
detectada.
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ABD EL-RAHIM, M.F.; FAHMY, G.M.; FAHMY, Z.M. Alteractions in
transpiration and stem vascular tissues of two maize cultivars under conditions
of water stress and late wilt disease. Plant Pathology, v.47, p.216–223, 1998.
ALONI, R The induction of vascular tissues by auxin and cytokinin. In:
DAVIES, P.J. (Ed.). Plant hormones: physiology, biochemistry and molecular
biology. 2.ed. Netherlands: Kluwer Academic, 1995. p.531-546.
AMOR, Y.; HAIGLER, C.H.; JOHNSON, S.; WAINSCOTT, M.; DELMER, D.
A membrane associated form of sucrose synthase and its potential role in the
synthesis of cellulose and callose in plants. Proceedings National Academy
Sciences of the United States of America, v.92, p.9353-9357, 1995.
ASANO, T. et al. Rice SPK, a calmodulin-like domain kinase, is required for
storage product accumulation during seed development: phosphorylation of
sucrose synthase is a possible factor. Plant Cell, v.14, p. 619-628, 2002.
ASTEGIANO, E.D. Movimentação de água e quebra da dormência dos
botões florais de café (Coffea arabica L.). 1984. 42 f. Dissertação (Mestrado
em Fisiologia Vegetal) - Universidade Federal de Viçosa, Viçosa, MG.
AVIGAD, G. Sucrose and other disaccharides. In: LOEWUS, F.A.; TANNER,
W. (Ed.). Encyclopedia of plant physiology: new series. New York: Springer-
Verlag, 1982. p.216-347.
BARRAT, D.H.P.; BARBER, L.; KRUGER, N.J.; SMITH, A.M.; WANG, T.L.;
MARTIN, E., Multiple, distinct isoforms of sucrose synthase in pea. Plant
Physiology. v.127, 655-664, 2001.
BARROS, R.S.; MAESTRI, M. Influência dos fatores climáticos sobre a
periodicidade de crescimento vegetativo do café (Coffea arabica L.). Revista
Ceres, v.21, p.268-279, 1974.
83
BARROS, R.S.; MAESTRI, M.; COONS, P.M. The physiology of flowering in
coffee: a review. Journal of Coffee Research, Balehonnur, v.8, p.29-73, 1978.
BEYER, E.M.; MORGAN, P.W. Abscission: the role of ethylene modification
of auxin transport. Plant Physiology, v.48, p.208-212, 1971.
BOLOGA, K.L.; FERNIE, A.R.; LEISSE, A.; LOUREIRO, M.E.;
GEIGENBERGER, P. A bypass of sucrose synthase leads to low internal
oxygen and impaired metabolic performance in growing potato tubers. Plant
Physiology, v.132, p.2058-2072, Aug. 2003.
BONDADA, B.R.; MATTHEWS, M.A.; SHACKEL, K.A. Functional xylem in
the post-veraison grape berry. Journal of Experimental Botany, v.56, n.421,
p.2949-2957, 2005.
BORISJUK, L.; ROLLETSCHEK, H.; WOBUS, U.; WEBER, H.
Differentiation of legume cotyledons as related to metabolic gradients and
assimilate transport into seeds. Journal Exp. Botanic, v.54, p.503-512, 2003.
BOYER, C.D. Synthesis and breakdown of starch. In: NEYRA, C.A.
Biochemical basis of plant breeding. Boca Raton: CRC, 1985. v.1, p.133-153.
CANNELL, M.G.R. Physiology of the coffee crop. In: CLIFFORD, M.N.;
WILSON, K.C. Coffee: botany, biochemistry and production of beans and
beverage. London: Croom Helm, 1985. p.108-134.
CARLSON, S.J.; CHOUREY, P.S.; HELENTJARIS, T.; DATTA, R. Gene
expression studies on developing kernels of maize sucrose synthase (SuSy)
mutants show evidence for a third SuSy gene. Plant Moleculary Biology, v.49,
p.15-29, 2002.
CARVALHO, C.H.M et al. Evolução do crescimento do cafeeiro (Coffea
arabica L.) irrigado e não irrigado em duas densidades de plantio. Ciência e
Agrotecnologia, Lavras, v.30, n.2, p.243-250, mar./abr. 2006.
CAZETTA, J.O.; SEEBAUER, J.R.; BELOW, F.E. Sucrose and nitrogen
supplies regulate growth of maize kernels. Annals of Botany, London, v.84, n.6,
p.747-754, Dec. 1999.
84
CHOUREY, P.S.; MILLER, M.E. On the role of sucrose synthase in cellulose
and callose biosynthesis in plants. In: PONTIS, H.G.; SALERNO, G.L.;
ECHEVERRIA, E. Sucrose metabolism, biochemistry, physiology and
molecular biology. Rockville: American Society of Plant Physiologists, 1995.
v.14, p.80-87.
COOMBE, B.G.; McCARTHY, M.G. Dynamics of berry growth and
physiology of ripening. Australian Journal of Grape and Wine Research, v.6,
p.131-135, 2000.
COPELAND, L. Enzymes of sucrose metabolism. Methods in Plant
Biochemistry, San Diego, v.3, p.73-83, 1990.
COSTA, C.G. et al. Xilema. In: APPEZZATO-DA-GLÓRIA, B.; CARMELO-
GUERREIRO, A.M. Anatomia vegetal. Viçosa, MG: UFV, 2004. Cap.5.
CRISOSTO, C.H.; GRANTZ D.A.; MEINZER, F.C. Effects of water deficit on
flower opening in coffee (Coffea arabica L.). Three Physiology, v.10, p.127-
139, 1992.
DAVIES, C.; TARDIEU, F.; TREJO, C.L. Wow do chemical signals work in
plants that grow in drying soil? Plat physiology, v.104, p.309-314, 1994.
DAVIES, W.J.; ZHANG, J. Root signals and the regulation of growth and
development of plants in drying soil. Annual Review of Plant Physiology and
Plant Molecular Biology, v.42, p.55-76, 1991.
DAVIES, W.J. et al. Regulation of leaf and fruit growth in plants growing in
drying soil : exploitation of the plants’ chemical signalling system and hydraulic
architecture to increase the efficiency of water use in agriculture. Journal of
Experimental Botany, v.51, p.1617-1626, 2000.
DE CASTRO, R.D.; MARRACCINI, P. Cytology, biochemistry and molecular
changes during coffee fruit development. Braz. Journal Plant Physiology,
v.18, n.1, p.175-199, 2006.
DICHE, Z. Genera color reactions. In: WHISTLER, R.L.; WOLFRAM, M.L.
Carbohydrate chemistry. New York: Academic, 1962. p.477-520.
85
DICHIO, B.; REMORINI, D.; LANG, S. Developmental changes in xylem
functionality in kiwifruit: implications for fruit calcium accumulation. Acta
Horticulturae, v.610, p.191-195, 2003.
DRAZETA, L.; LANG, A.; HALL, A.J.; VOLZ, R.K.; JAMESON, P.E. Causes
and effects of changes in xylem functionality in apple fruit. Annals of Botany,
v.93, p.275-282, 2004.
EHRET, D.L.; HO, L.C. The effects of salinity on dry matter partitioning and
fruit growth in tomatoes grown in nutrient film culture. Journal Horticultural
Science, v.61, p.361-367, 1986.
EMPRESA BRASILEIRA DE PESQUISA AGROPECUÁRIA. Centro
Nacional de Pesquisa de Solos. Sistema brasileiro de classificação de solos.
Rio de Janeiro: Embrapa Solos, 1999. 412p.
ETXEBERRIA, E.; GONZALEZ, P. Evidence for a tonoplast-associated form
of sucrose synthase and its potential involvement in sucrose mobilization from
the vacuole. Journal of Experimental Botany, v.54, n.386, p.1407-1414, 2003.
FAZUOLI, L.C. Genética e melhoramento do cafeeiro. In: RENA, A.B.;
MALAVOLTA, E.; ROCHA, M.;YAMADA, T. (Ed.). Cultura do cafeeiro:
fatores que afetam a produtividade. Piracicaba: Potafos, 1986. p.87-106.
FREDERICO, D.; MAESTRI, M. Ciclo de crescimento dos botões florais de
café (Coffea arabica L.) Revista Ceres, Viçosa, v.27, p.171-181, 1970.
GARDIN, J.P.P. Níveis de carboidratos em pereira, cv. Nijisseiki, durante as
fases de outono/inverno, relacionados com o abortamento de gemas florais.
2002. Dissertação (Mestrado em Fisiologia Vegetal) - Universidade Federal de
Pelotas, Pelotas, RS.
GARDIN, J.P.P. et al. Metodologia de determinação de açúcares solúveis em
tecido vegetal de cafeeiro por cromatografia gasosa. In: SIMPÓSIO DE
PESQUISA DOS CAFÉS DO BRASIL, 4., 2005, Londrina. Anais... Londrina,
PR, Embrapa Café, 2005.
GEIGENBERGER, P. Regulation of sucrose to starch conversion in growing
potato tubers. Journal of Experimental Botany, v.54, n.382, p.457-465, Jan.
2003.
86
GEROMEL, C. et al. Biochemical and genomic analysis of sucrose metabolism
during coffee (Coffea arabica) fruit development Journal of Experimental
Botany, v.57, n.12, p.3243–3258, 2006.
GEROMEL, C. Atividade hidrolítica da sacarose associada ao
desenvolvimento do fruto do cafeeiro. 2002. Dissertação (Mestrado em
Fisiologia Vegetal) - Universidade Federal de Lavras, Lavras, MG.
GORDON, A.J.; MINCHIN, F.R.; JAMES, C.L.; KOMINA, O. Sucrose
synthase in legume nodules is essential for nitrogen fixation. Plant Physiology,
v.120, p.867-877, 1999.
GORSUCH, D.M.; OBERBAUER, S.F.; FISHER, J.B. Comparative vessel
anatomy of arctic deciduous and evergreen dicots. American Journal of
Botany, v.88, n.9, p.1643-1649, 2001.
GREENSPAN, M.D.; SHACKEL, K.A.; MATTHEWS, M.A. Developmental
changes in the diurnal water budget of the grape berry exposed to water deficits.
Plant, Cell and Environment, v.17, p.811-820, 1994.
GREENSPAN, M.D.; SCHULTZ, H.R.; MATTHEWS, M.A. Field evaluation
of water transport in grape berries during water deficits Physiologia Plantarum,
v.97, p.55-62, 1996.
GUIMARAES, R. J.; MENDES, A. N. G. Fisiologia do Cafeeiro, Lavras:
UFLA, 38p, 1996.
HO, L.C. Metabolism and compartmentation of imported sugars in sink organs
in relation to sink strength. Annual Review of Plant Physiology, v.39, p.355-
378, 1988.
HO, L.C.; GRANGE, R.I.; PICKEN, A.J. Analysis of the accumulation of water
and dry matter in tomato fruit. Plant, Cell and Environment, v.10, p.157-162,
1987.
HUBBARD, N.; HUBER, S.; PHARR, D. Sucrose phosphate synthase and acid
invertase as determinants of sucrose concentration in developing muskmelon
(Cucumis melo L.) fruits. Plant Physiology, v.91, p.1527-1534, 1989.
87
IAWA COMMITTEE. List of microscope features for hardwood identification.
IAWA Bulletin, v.10, p.234-332, 1989.
ICO INTERNATIONAL COFFEE ORGANIZATION. Coffee quality:
improvement programme – implementation. 2002. 3p. (ICC Resolution, 407), 1°
de fevereiro de 2002.
ISLA, M.I.; VATTUONE, M.A.; SAMPIETRO, A.R. Hydrolysis of sucrose
within isolated vacuoles from Solanum tuberosum L. tubers. Planta, v.205,
p.601-605, 1998.
KARASAWA, S.; FARIA, M.A.; GUIMARÃES, R.J. Resposta do cafeeiro Cv.
Topázio MG-1190 submetido a diferentes épocas de irrigação. Revista
Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental, Campina Grande, v.6, n.1,
p.28-34, 2002.
KOCH, K. Carbohydrate-modulated gene expression in plants. Annual Review
of Plant Physiology and Plant Molecular Biology, v.47, p.509-540, 1996.
KOCH, K. Sucrose metabolism: regulatory mechanisms and pivotal roles in
sugar sensing and plant development. Current Opinion in Plant Biology, v.7,
p.235-246, 2004.
KRAMER, P.J. Water relations of plants. New York: Academic, 1983. Cap.6,
p.146-186. (Development of Root System).
KRAUS, J.E.; ARDUIM, M. Manual básico de métodos em morfologia
vegetal. Rio de Janeiro: EDUR, 1997. 25p.
KRUGER, N.J. Carbohydrate synthesis and degradation. In: DENNIS, D.T.;
TURPIN, D.H. Plant physiology, biochemistry and molecular biology. 2.ed.
London: Longman Scientific & Technological, 1993. p.59-76.
KUMAR, D. Some aspects of the physiology of Coffea arabica L. A Review.
Kenya Coffee, Nairobi, v.44, n.519, p.9-47, 1979.
LANG, A.; DÜRING, H. Partitioning control by water potential gradient:
evidence for compartmentation breadkown in grape berries. Journal of
Experimental Botany, v.42, p.1117-1122, 1991.
88
LANG, A.; THORPE, M.R. Xylem, phloem and transpiration flows in a grape:
application of a technique for measuring the volume of attached fruits to high
resolution using Archimedes’ principle. Journal of Experimental Botany, v.40,
p.1069-1078, 1989.
LEROY, T.; RIBEYRE, F.; BERTRAND, B.; CHARMETANT, P.; DUFOUR,
M.; MONTAGNON,C.; MARRACCINI, P.; POT, D. Genetics of coffee
quality. Braz. Journal Plant Physiology, v.18, p.229-242, 2006.
LOVISOLO, C.; SCHUBERT, A. Effects of water stress on vessel size and
xylem hydraulic conductivity in Vitis vinifera L. Journal of Experimental
Botany, v.49, n.321, p.693-700, 1998.
MATIELLO, J.B.; ALMEIDA, S.R. Sistemas de combinação de café com
seringueira, no sul de Minas Gerais. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE
PESQUISAS CAFEEIRAS, 17., 1991, Varginha. Trabalhos apresentados...
Rio de Janeiro: MARA/SNPA/EMBRAPA, 1991. p.112-114.
MELO, B.; BARTHOLO, G. F.; MENDES, A. N.G. Café: variedade e
cultivares. Informe Agropecuário, Belo Horizonte, v.19, n.193, p.92-96, 1998.
MELOTTO, E. Mobilização de carboidratos pelos botões florais de café
(Coffea arabica L.) em expansão. 1987. 47f. Dissertação (Mestrado em
Fisiologia Vegetal) - Universidade Federal de Viçosa, Viçosa, MG.
MILLER, G.L. Use of dinitrification acid reagent for determination of reducing
sugar. Analytical Chemistry, Washington, v.31, p.426-428, Mar. 1959.
NGUYEN-QUOC; FOYER. A role for ‘futile cycles’ involving invertase and
sucrose synthase in sucrose metabolism of tomato fruit. Journal of
Experimental Botany, v.52, n.358, p.881-889, 2001.
NIJSSE, J. et al. Xylem hydraulic conductivity related to conduit dimensions
along chrysanthemum stems Journal of Experimental Botany, v.52, n.355,
p.319-327, 2001.
NOBEL, P.S. Biophysical plant phsyology and ecology. New York: Freeman,
1983.
89
NOBEL, P.S.; DE LA BARRERA, E. Carbon and water balances for young
fruits of platyopunitas. Physiologia Plantarum, v.109, p.160-166, 2000.
PFEIFFER, I.; KUTSCHERA, U. Sucrose metabolism and cell elongation in
developing sunflower hypocotyls. Journal of Experimental Botany, v.287,
p.631-638, 1995.
POZUETA-ROMERO, J.; PERATA, P.; AKAZAWA, T. Sucrose-starch
conversion in heterotrophic tissues of plants. Critical Reviews in Plant Science,
v.18, p.489-525, 1999.
R DEVELOPMENT CORE TEAM R: A language and environment for
statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna,
Austria. ISBN 3-900051-07-0, Disponível em:
http://www.R-project.org. Acesso
em: 21 de out. de 2005.
RANWALA, A.P.; MILLER, W.B. Sucrose-cleaving enzymes and
carbohydrate pools in Lilium longiflorum floral organs. Physiol. Plant., v.103,
p.541–550, 1998.
RÉGENT INSTRUMENTS WINCELL PRO. Introduction. 2001. Disponível
em: <http://regentinstruments.com/>. Acesso em: 25 nov. 2004.
RENA, A.B.; MAESTRI, M. Relações hídricas no cafeeiro. ITEM, Brasília,
v.48, p.34-41, set. 2000.
RENA, A.B.; NACIF, A.P.; GONTIJO, P. de T.; PEREIRA, A.A. Fisiologia do
cafeeiro em plantios adensados. In: SIMPÓSIO INTERNATIONAL SOBRE
CAFÉ ADENSADO, 1996, Londrina. Anais... Londrina: Instituto Agronômico
do Paraná, 1996. p.73-85.
RENZ, A.; STITT, M. Substrate specificity and product inhibition of different
forms of fructokinases and hexokinases in developing potato tubers. Planta,
v.190, p.166-175, 1993.
RICE, S.A.; MCARTHUR, J. Water flow through xylem: an investigation of a
fluid dynamics principle applied to plants. The American Biology Teacher,
v.66, n.2, fev. 2004.
90
ROGERS, W.J. et al. Biochemical and molecular characterization and
expression of the 11S-type storage protein from Coffea arabica endosperm.
Plant Physiology and Biochemistry, v.37, p.261–272, 1999.
ROGIERS, S.Y. et al Vascular function in berries of Vitis vinifera (L) cv.
Shiraz. Australian Journal of Grape and Wine Research, v.7, p.247-251,
2001.
SALZER, P.; HAGER, A. Characterization of wall-bound invertase isoforms of
Picea abies cells and regulation by ectomycorrhizal fungi. Physiologia
Plantarum, v.88, n.1, p.52–59, 1993.
SCHULTZ, H.R.; MATTHEWS, M.A. Resistance to water transport in shoots
of Vitis vinifera L. Plant Physiology, v.88, 718–724, 1988.
SCHULTZH, R.; MATTHEWS, M.A. Xylem development and hydraulic
conductance in sun and shade shoots of grapevine (Vitis vinifera L) – evidence
that low light uncouples water transport capacity from leaf area. Planta, n.190,
p.393–406, 1993.
SILVA, J.C. et al. Invertase and sucrose synthase activities in coffee plants
sprayed with sucrose solution. Scientia Agricola, v.60, n.2, p.239-244,
Apr./June 2003.
SOARES, R.A. et al. Irrigação e fisiologia da floração em cafeeiros adultos na
região da zona da mata de Minas Gerais. Acta Scientiarum. Agronomy,
Maringá, v.27, n.1, p.117-125, jan./mar. 2005.
SONNEWALD, U.; LERCHL, J.; ZRENNER, R.; FROMMER, W.
Manipulation of sink-source relations in transgenic plants. Plant, Cell and
Environment, v.17, n.5, p.649-658, 1994.
SPERRY, J.S. Relationship of xylem pressure potential, stomatal closure, and
shoot morphology in the palm Rhapis excelsa. Plant Physiology, v.80, p.110-
116, 1986.
STEEL, G. D.; TORRIE, J. H. Principles and procedures of statistics: a
biometrical approach. 2. ed. New York: McGraw-Hill, 1980. 633 p.
91
STURM, A. Invertases. Primary structures, functions, and roles in plant
development and sucrose partitioning. Plant Physiology, Rockville, v.121, n.1,
p.1-7, Sept. 1999.
STURM, A.; CHRISPEELS, M.J. cDNA cloning of carrot extracellular b-
fructosidase and its expression in response to wounding and bacterial infection.
Plant Cell, v.2, p.1107–1119, 1990.
SUGIYAMA, M.; KOMAMINE, A. Transdifferentiation of quiescent
parenchymatous cells into tracheary elements. Cell Differentiation and
Development, v.31, p.77–87, 1990.
SUNG, S.J.; XU, D.P.; BLACK, C.C. A reassessment of glycolysis and
gluconeogenesis in high plants. Physiologia Plantarum, v.72, p.650-654, 1988.
TROUVERIE, J.; THENENOL, C.; ROCHER, J.P.; SOTTA, B.; PRIOUL, J.L.
The role of abscisic acid in the response of a specific vacuolar invertase to water
stress in the adult maize leaf. Journal of Experimental Botany, v.54, p.2177-
2188, 2003.
TYERMAN, S.D. et. al Direct measurements of hydraulic properties in
developing berries of Vitis vinifera L. cv. Shiraz and Chardonnay. Australian
Journal of Grape and Wine Research, v.10, p.170-181, 2004.
TYREE, M.T.; EWERS, F.W. The hydraulic architecture of trees and other
woody plants. New Phytologist, n.119, p.345-360, 1991. (Tansley Review, 34).
TYREE, M.T.; SPERRY, J.S. Vulnerabily of xylem to cavitation and embolism.
Annual Rev Plant Physiology Molecular. Biology; v.40, p.19-38, 1989.
URBINATI, C.V. Variação estrutural quantitative no lenho de Terminalia
ivorensis A. CHEV., combretaceae. Acta Botanica Brasilica. v.17, n.3, p.421-
437, 2003.
WARD, J. M.; KÜHN, C.; TEGEDER, M.; FROMMER, W.B. Sucrose
transport in higher plants. International Review of Cytology, v.178, p.41-72,
1998.
92
WINTER, H.; HUBER, S.C. Regulation of sucrose metabolism in higher plants:
localization and regulation of activity of key enzymes. Critical Reviews in
Biochemistry and Molecular Biology, v.35, n.4, p.253-289, 2000.
YELLE, S.; CHETELAT, R.T.; DORAIS, M.; DE VEME, J.W.; BENNETT,
A.B. Sink metabolism in tomato fruit. IV. Genetic and biochemical analysis of
sucrose accumulation. Plant Physiology, v.95, p.1026-1035, 1991.
ZENG, Y.; WU, Y.; AVIGNE, W.T.; KOCH, K.E. Rapid repression of maize
invertases by low oxygen. Invertase/sucrose synthase balance, sugar signaling
potential, and seedling survival. Plant Physiology, Rockville, v.121, n.2, p.599-
608, Oct. 1999.
ZIMMERMANN, M.H.; POTTER, D. Vessel – length distribution in branches,
stem and roots os Acer rubrum L. IAWA Bulletin, v.3, p.103-109, 1983.
ZIMMERMANN, M.J.; JEJE, A.A. Vessel-length distribution in stems of some
American woody plants. Canadian Journal Botanic, v.59, p.1882-1892, 1981.
ZRENNER, R.; SALANOUBAT, M.; WILLMITZER, L.; SONNEWALD, U.
Evidence of the crucial role of sucrose synthase for sink strength using
transgenic potato plants. The Plant Journal, v.7, p.97-107, 1995.
ZWIENIECKI, M.A. et al. A potential role for xylem-phloem interactions in the
hydraulic architecture of trees: effects of phloem girdling on xylem hydraulic
conductance. Tree Physiology, v.24, p.911-917, 2004.
93
7. ANEXOS
7.1. Experimento I
TABELA 1A: Análise de variância para a variável número de
vasos/mm
2
de ramo.
EFEITO GL SQ QM F P
IRRIGAÇÃO 1
6705 6705 0,8802 0,350
POSIÇÃO 1 15761 15761 2,0691 0,153
IRRIGAÇÃO*POSIÇÃO 1 34623 34623 4,5453 0,035
ERRO 92
700793 7617
TOTAL 95
757881
TABELA 2A: Análise de variância para a variável área de parede
celular.
EFEITO GL SQ QM F P
IRRIGAÇÃO 1 20,075 20,075 3,725 0,056
POSIÇÃO 1 31,350 31,350 5,818 0,017
IRRIGAÇÃO*POSIÇÃO 1 63,929 63,929 11,864 0,000
ERRO 92 495,757 5,389
TOTAL 95 611,111
TABELA 3A: Análise de variância para a variável área de lúmem de
vasos do xilema.
EFEITO GL SQ QM F p
IRRIGAÇÃO 1 20,075 20,075 3,725 0,056
POSIÇÃO 1 31,350 31,350 5,818 0,017
IRRIGAÇÃO*POSIÇÃO 1 63,929 63,929 11,864 0,000
ERRO 92 495,757 5,389
TOTAL 95 611,111
94
TABELA 4A: Análise de variância para a variável área de lúmem de
vasos do xilema.
EFEITO GL SQ QM F p
IRRIGAÇÃO 1 293236 293236 0,2506 0,617
POSIÇÃO 1 388166 388166 0,3318 0,566
IRRIGAÇÃO*POSIÇÃO 1 2551104 2551104 2,1805 0,143
ERRO 92 107635029 1169946
TOTAL 95 110867536
TABELA 5A: Análise de variância para a variável diâmetro de vasos
do xilema.
EFEITO GL SQ QM F P
IRRIGAÇÃO 1 35,45 35,45 0,4937 0,484
POSIÇÃO 1 167,42 167,42 2,3316 0,130
IRRIGAÇÃO*POSIÇÃO 1 16,58 16,58 0,2309 0,631
ERRO 92 6606,15 71,81
TOTAL 95 6825,61
TABELA 6A: Análise de variância para a variável número de vasos do
xilema.
EFEITO GL SQ QM F P
IRRIGAÇÃO 1 565908 565908 3,1937 0,077
POSIÇÃO 1 423584 423584 2,3905 0,125
IRRIGAÇÃO*POSIÇÃO 1 39022 39022 0,2202 0,639
ERRO 92 16301988 177196
TOTAL 95 17330502
TABELA 7A: Análise de variância para a variável número de frutos
por ramo.
EFEITO GL SQ QM F P
IRRIGAÇÃO
1 32,7 32,7 0,0269 0,871
POSIÇÃO
1 3504,2 3504,2 2,8888 0,104
IRRIGAÇÃO*POSIÇÃO
1 4482,7 4482,7 3,6955 0,068
ERRO
20 24260,3 1213,0
TOTAL
23 32279,8
95
TABELA 8A: Análise de variância para a variável diâmetro de ramo.
EFEITO GL SQ QM F P
IRRIGAÇÃO
1 0,0417 0,0417 0,093 0,763
POSIÇÃO
1 2,1004 2,1004 4,679 0,042
IRRIGAÇÃO*POSIÇÃO
1 1,0838 1,0838 2,414 0,135
ERRO
20 8,9775 0,4489
TOTAL
23 12,2033
TABELA 9A: Análise de variância para a variável número de vasos no
pedúnculo dos frutos.
EFEITO GL SQ QM F p
IRRIGAÇÃO (I)
2 114610 57305 13609,7 0,0000
MATURAÇÃO (m)
1 72 72 17,014 0,0000
I:m
1 19 19 4,604 0,03327
ERRO
176 741 4
TABELA 10A: Análise de variância para a variável diâmetro de vaso do
pedúnculo dos frutos.
EFEITO GL SQ QM F p
TRATAMENTO (T)
4 93200 23300 9,3446 0,0000
MATURAÇÃO (m)
1 55,00 55,00 14,5496 0,0001
T:m
3 18,92 6,31 1,6687 0,1726
ERRO
592 2237,79 3,78
7.2. Experimento II
TABELA 11A: Análise de variância para a variável diâmetro de fruto
“maior”
EFEITO GL SQ QM F p
LINEAR 1 78,2663 78,26631 156,2376 0,000
QUADRÁTICA 1 48,5259 48,52594 96,8690 0,000
ERRO 32 16,0302 0,50094
TOTAL 34 273,0289
96
TABELA 12A: Análise de variância para a variável diâmetro de vaso
“maior”
EFEITO GL SQ QM F p
LINEAR 1 52,9492 52,94924 69,01670 0,000
QUADRÁTICA 1 39,4674 39,46737 51,44376 0,000
ERRO 32 24,5502 0,76719
TOTAL 34 125,0003
TABELA 13A: Análise de variância para a variável número de vasos
“maior”
EFEITO GL SQ QM F p
LINEAR 1 28946,2 28946,20 9,581526 0,004
QUADRÁTICA 1 7724,1 7724,15 2,556781 0,119
ERRO 32 96673,4 3021,04
TOTAL 34 484790,5
TABELA 14A: Análise de variância para a variável diâmetro do fruto
“menor”
EFEITO GL SQ QM F p
LINEAR 1 89,0701 89,07012 143,3231 0,000
QUADRÁTICA 1 55,1197 55,11968 88,6933 0,000
ERRO 32 19,8868 0,62146
TOTAL 34 313,8574
97
TABELA 15A: Análise de variância para a variável diâmetro de vasos
“menor”
EFEITO GL SQ QM F p
LINEAR 1 56,9799 56,97987 38,50335 0,000
QUADRÁTICA 1 39,2381 39,23808 26,51458 0,000
ERRO 32 47,3558 1,47987
TOTAL 34 185,8497
TABELA 16A: Análise de variância para a variável número de vasos
“menor”.
EFEITO GL SQ QM F P
LINEAR 1 40027,1 40027,07 10,52861 0,002
QUADRÁTICA 1 16493,7 16493,73 4,33847 0,045
ERRO 32 121655,7 3801,74
TOTAL 34 430522,4
7.3. Experimento III
TABELA 17A: Análise de variância para a variável amido em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 682,53 0,000
QUADR. (Q) 1 212,0 0,000
TRATAMENTOS 8 1057,87 0,000
ERRO 36 250,7
98
TABELA 18A: Análise de variância para a variável amido em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 5,852 0,265
QUADR. (Q) 1 0,001 0,989
TRATAMENTOS 8 77,138 0,014
ERRO 36 121,44
TABELA 19A: Análise de variância para a variável amido em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 597,72 0,000
QUADR. (Q) 1 33,65 0,039
TRATAMENTOS 5 698,55 0,000
ERRO 24 127,26
TABELA 20A: Análise de variância para a variável AST em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 385,1 0,041
TRATAMENTOS 8 813,1 0,3835
ERRO 36 3314,7
TABELA 21A: Análise de variância para a variável AST em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 0,57 0,869
QUADR. (Q) 1 119,94 0,020
TRATAMENTOS 8 223,01 0,269
ERRO 36 765,01
99
TABELA 22A: Análise de variância para a variável AST em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 732,67 0,000
QUADR. (Q) 1 175,82 0,000
CÚBICA (C) 1 626,94 0,000
TRATAMENTOS 5 1802 0,000
ERRO 24 143,78
TABELA 23A: Análise de variância para a variável frutose em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 1,682 0,186
QUADR. (Q) 1 0,166 0,675
CÚBICA (C) 1 0,230 0,621
TRATAMENTOS 8 11,91 0,091
ERRO 36 28,24
TABELA 24A: Análise de variância para a variável frutose em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 0,877 0,348
QUADR. (Q) 1 12,769 0,000
CÚBICA (C) 1 5,783 0,019
TRATAMENTOS 8 19,558 0,049
ERRO 36 39,777
TABELA 25A: Análise de variância para a variável frutose em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 136,8 0,000
QUADR. (Q) 1 160,3 0,000
CÚBICA (C) 1 267,1 0,000
DESVIOS 1 172,6 0,000
TRATAMENTOS 5 0,000
ERRO 24 14,79
100
TABELA 26A: Análise de variância para a variável glicose em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 15,57 0,3413
QUADR. (Q) 1 5,68 0,5642
CÚBICA (C) 1 5,93 0,5558
TRATAMENTOS 8 127,36 0,4718
ERRO 36 588,65
TABELA 27A: Análise de variância para a variável glicose em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 0,638 0,5412
QUADR. (Q) 1 1,439 0,3602
CÚBICA (C) 1 0,646 0,5387
TRATAMENTOS 8 4,595 0,9579
ERRO 36 67,046
TABELA 28A: Análise de variância para a variável glicose em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 152,185 0,000
QUADR. (Q) 1 22,225 0,003
CÚBICA (C) 1 67,878 0,000
TRATAMENTOS 5 267,804 0,000
ERRO 24 28,245
TABELA 29A: Análise de variância para a variável sacarose em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 206,95 0,031
DESVIOS 1 59,90 0,2377
TRATAMENTOS 8 463,23 0,2564
ERRO 36 1556,97
101
TABELA 30A: Análise de variância para a variável sacarose em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 0,79 0,769
QUADR. (Q) 1 38,16 0,047
CÚBICA (C) 1 55,94 0,017
DESVIOS 1 14,07 0,230
TRATAMENTOS 8 117,7 0,1944
ERRO 36 355,21
TABELA 31A: Análise de variância para a variável sacarose em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 9,249 0,004
QUADR. (Q) 1 16,979 0,000
CÚBICA (C) 1 0,2109 0,644
TRATAMENTOS 5 37,79 0,000
ERRO 24 13,75
TABELA 32A: Análise de variância para a variável
sacarose/glicose+frutose em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 4,064 0,005
DESVIOS 2 1,7719 >0,05
TRATAMENTOS 8 7,042 0,1253
ERRO 36 18,337
TABELA 33A: Análise de variância para a variável
sacarose/glicose+frutose em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 0,6217 0,374
QUADR. (Q) 1 2,532 0,077
CÚBICA (C) 1 6,7989 0,005
DESVIOS 1 1,2183 0,216
TRATAMENTOS 8 12,534 0,088
ERRO 36 29,482
102
TABELA 34A: Análise de variância para a variável
sacarose/glicose+frutose em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 0,268 0,000
QUADR. (Q) 1 0,555 0,000
DESVIOS 1 0,0013 0,728
TRATAMENTOS 5 1,1026 0,000
ERRO 24 0,015
TABELA 35A: Análise de variância para a variável INC em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 213135 0,056
DESVIOS 1 128571 0,136
TRATAMENTOS 8 1595353 0,000
ERRO 36 1078677
TABELA 36A: Análise de variância para a variável INC em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 251277 0,066
QUADR. (Q) 1 472978 0,014
DESVIOS 1 4 0,993
TRATAMENTOS 5 1277895 0,002
ERRO 24 1231849
TABELA 37A: Análise de variância para a variável IAV em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 19 0,987
QUADR. (Q) 1 234062 0,0897
TRATAMENTOS 8 151920 0,005
ERRO 36 1978391
TABELA 38A: Análise de variância para a variável IAV em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 244433 0,000
DESVIOS 1 34868 0,131
TRATAMENTOS 8 392292 0,004
ERRO 36 504716
103
TABELA 39A: Análise de variância para a variável IAV em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 62889 0,329
QUADR. (Q) 1 20549 0,574
CÚBICA (C) 1 1348 0,885
TRATAMENTOS 5 214236 0,6459
ERRO 24 1521645
TABELA 40A: Análise de variância para a variável IAPC em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 62674 0,126
QUADR. (Q) 1 195720 0,008
TRATAMENTOS 8 618350 0,002
ERRO 36 723869
TABELA 41A: Análise de variância para a variável IAPC em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 422342 0,000
TRATAMENTOS 8 783167 0,007
ERRO 36 1093711
TABELA 42A: Análise de variância para a variável IAPC em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 137656 0,042
TRATAMENTOS 5 281503 0,1323
ERRO 24 712278
TABELA 43A: Análise de variância para a variável SUSY em folhas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 7727 0,4598
QUADR. (Q) 1 7509 0,4661
CÚBICA (C) 1 2037 0,7036
TRATAMENTOS 8 98852 0,517
ERRO 36 487321
104
TABELA 44A: Análise de variância para a variável SUSY em ramos.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 78384 0,007
TRATAMENTOS 8 162377 0,06
ERRO 36 345990
TABELA 45A: Análise de variância para a variável SUSY em gemas.
EFEITO GL SQ P
LINEAR (L) 1 98357 0,001
TRATAMENTOS 5 108310 0,050
ERRO 24 199277
FIGURA 1A: Representação esquemática do Experimento I. As linhas
brancas contêm plantas não irrigadas, enquanto as de coloração cinza são
plantas irrigadas. As plantas utilizadas no experimento estão codificadas
por: IL=irrigado leste, IO=irrigado oeste, NL= não irrigado leste e NO= não
irrigado oeste.
105
FIGURA 2A: Representação esquemática do Experimento II. As
infrutescências foram coletadas somente de plantas não irrigadas, as quais
estão codificadas pelo DAF (dias após o florescimento).
FIGURA 3A: Representação esquemática do Experimento III. As amostras
foram coletadas nas nove épocas codificadas de E1 a E9. Foram coletados
ramos com folhas e gemas ou frutos, os quais foram separados em
laboratório para posteriores análises de conteúdo de carboidratos e
atividade enzimática.
Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
Milhares de Livros para Download:
Baixar livros de Administração
Baixar livros de Agronomia
Baixar livros de Arquitetura
Baixar livros de Artes
Baixar livros de Astronomia
Baixar livros de Biologia Geral
Baixar livros de Ciência da Computação
Baixar livros de Ciência da Informação
Baixar livros de Ciência Política
Baixar livros de Ciências da Saúde
Baixar livros de Comunicação
Baixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNE
Baixar livros de Defesa civil
Baixar livros de Direito
Baixar livros de Direitos humanos
Baixar livros de Economia
Baixar livros de Economia Doméstica
Baixar livros de Educação
Baixar livros de Educação - Trânsito
Baixar livros de Educação Física
Baixar livros de Engenharia Aeroespacial
Baixar livros de Farmácia
Baixar livros de Filosofia
Baixar livros de Física
Baixar livros de Geociências
Baixar livros de Geografia
Baixar livros de História
Baixar livros de Línguas
Baixar livros de Literatura
Baixar livros de Literatura de Cordel
Baixar livros de Literatura Infantil
Baixar livros de Matemática
Baixar livros de Medicina
Baixar livros de Medicina Veterinária
Baixar livros de Meio Ambiente
Baixar livros de Meteorologia
Baixar Monografias e TCC
Baixar livros Multidisciplinar
Baixar livros de Música
Baixar livros de Psicologia
Baixar livros de Química
Baixar livros de Saúde Coletiva
Baixar livros de Serviço Social
Baixar livros de Sociologia
Baixar livros de Teologia
Baixar livros de Trabalho
Baixar livros de Turismo
