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Universidade Federal de Goiás
Escola de Engenharia Civil
Programa de Pós-Graduação Stricto Sensu em
Engenharia do Meio Ambiente - PPGEMA
FERNANDA NEIVA UTO
REMOÇÃO DO VERMELHO PONCEAU 4R UTILIZANDO BIOFILTRO DE
AREIA E O FUNGO Trametes versicolor
Goiânia - GO
2009
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FERNANDA NEIVA UTO
REMOÇÃO DO VERMELHO PONCEAU 4R UTILIZANDO BIOFILTRO DE
AREIA E O FUNGO Trametes versicolor
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação
Stricto Sensu em Engenharia do Meio Ambiente da
Escola de Engenharia Civil da Universidade Federal de
Goiás para obtenção do título de Mestre em Engenharia
do Meio Ambiente.
Área de concentração: Recursos Hídricos e
Saneamento Ambiental.
Orientadora: Prof
a
. Dra. Mariângela Fontes Santiago.
Co-Orientadora: Prof
a
. PhD Luiza Cintra Campos.
Goiânia - GO
2009
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FERNANDA NEIVA UTO
REMOÇÃO DO VERMELHO PONCEAU 4R UTILIZANDO BIOFILTRO DE
AREIA E O FUNGO Trametes versicolor
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação
Stricto Sensu em Engenharia do Meio Ambiente da Escola de
Engenharia Civil da Universidade Federal de Goiás para
obtenção do título de Mestre em Engenharia do Meio
Ambiente.
Aprovada em 27 de agosto de 2009, pela Banca Examinadora
constituída pelos professores:
________________________________________________________
Profa. Dra. Mariângela Fontes Santiago – UFG
Presidente da Banca
________________________________________________________
Profa. Dra. Sandra Gomes Moraes
Avaliadora externa - UNICAMP
________________________________________________________
Prof. PhD Eduardo Queija de Siqueira
Avaliador interno - UFG
AGRADECIMENTOS
À Deus, por ter me dado força e paciência nos momentos difíceis e me ajudado a
superar obstáculos para poder concluir este trabalho.
Ao PPGEMA pela oportunidade de continuidade dos meus estudos.
À minha família, pelo amor e por terem me encorajado em seguir em frente sempre.
Ao meu querido Diogo, pela sua ajuda e apoio diários, ambos de grande importância
para conclusão deste.
À orientadora Dra. Mariângela Fontes Santiago e co-orientadora Dra. Luiza Cintra
Campos pelos direcionamentos.
À professora Telma Garcia pela amizade e por ter solucionado tantas dúvidas.
Ao professor Dr. Eduardo Queija meus agradecimentos pelas correções e orientação.
Às minhas amigas sempre presentes ajudando a tornar meus dias mais felizes.
Aos amigos da turma do mestrado pelas horas agradáveis, pelas risadas, pela amizade e
união que ajudaram a superar dificuldades. Em especial para Lo, Cla e Ale amigos
muito queridos.
Aos amigos do laboratório de enzimologia pelos ótimos momentos juntos, pela amizade
e auxílio constantes.
À Margareth pelas orientações.
Ao Sr. Emival pela amizade e auxílio na construção da parte física deste trabalho.
Ao CNPq pelo apoio financeiro através da concessão de bolsa de estudos.
RESUMO
Uto, F. N. Remoção do vermelho ponceau 4R utilizando biofiltro de areia e o fungo
Trametes versicolor. Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em
Engenharia do Meio Ambiente da Universidade Federal de Goiás para obtenção do
título de mestre.
Diante da ampla utilização de corantes sintéticos em escala industrial, com destaque
para os setores alimentício, farmacêutico e têxtil, há contaminação ambiental de rios e
lagos, resultante da descarga de efluentes. Os fungos de degradação branca, que são
eficientes na remoção de cor, podem ser associados à biofiltração para melhoria da
qualidade de efluentes industriais. O objetivo do presente trabalho foi avaliar o
desempenho da tecnologia biofiltração associada aos fungos de degradação branca na
remoção do corante vermelho ponceau 4R. Nos experimentos foram utilizados dois
biofiltros, sendo que apenas em um foi inoculada biomassa do fungo Trametes
versicolor. Além disso, foi construído um Reator Aeróbio de Fluxo Descendente
constituído apenas de efluente bruto e fungo para comparação com os biofiltros. Os três
sistemas de tratamento foram operados com água de poço acrescida de corante. No
total, foram realizadas sete carreiras de filtração. Para verificar a viabilidade e
maturidade da camada biológica dos biofiltros, quatro foram operadas com efluente
contaminado artificialmente com Escherichia coli. Os resultados foram divididos de
acordo com o parâmetro biológico ou físico-químico analisado. Os dados obtidos
justificam o uso da biofiltração concomitante com o T. versicolor, já que a eficiência de
remoção de cor é maior quando comparado o biofiltro sem fungo e Reator Aeróbio de
Fluxo Descendente. A porcentagem média de descoloração no biofiltro com T.
versicolor foi de 84,29%, no Biofiltro sem fungo foi de 64,73% e no Reator Aeróbio de
Fluxo Descendente (com T. versicolor) foi de 14,26%. A presença da biomassa do T.
versicolor promoveu maior perda de carga, turbidez, acidez e remoção de cor. No
biofiltro sem fungo a perda de carga, turbidez, pH, remoção de patógenos foram
similares aos encontrados na literatura sobre filtração lenta. Os biofiltros removeram
mais de 99% de bactéria, o que ressalta a importância da maturidade da camada
biológica. A descoloração esteve diretamente relacionada com a produção da lacase
pelo fungo, sendo que a presença da E. coli induziu aumento da atividade enzimática.
Por exemplo, no sobrenadante, passou de 1,12 para 3,55 U L
-1
e no filtrado de 0,92 para
2,49 U L
-1
, ou seja, um aumento de produção enzimática de 216% e 170%,
respectivamente.
ABSTRACT
Uto, F. N. Removal of red ponceau 4R using a sand biofilter and the Trametes
versicolor fungus. Dissertation presented to the Pos-Graduation Dissertation Program
in Environmental Engineering from the Federal University of Goiás to get the master
title.
Due to the large utilization of synthetic dyes in industrial processes of food,
pharmaceutical and textile, there is an environmental contamination of lakes and rivers
caused by the discharge of effluents. The white-rot fungi, which are very efficient for
the color removal, can be used associated to biofiltration to improve the quality of the
industries’ effluents. The aim of this work was to evaluate the performance of the
biofiltration technology associated with white-rot fungi for the dye red ponceau 4R
removal. Two biofilters were used in the experiments, but in only one of them the
Trametes versicolor fungal biomass was inoculated. In addition, a Descendent Flow
Aerobic Reator was built containing only gross effluent and fungus to compare to the
biofilters. All the three treatment systems were operated with well water of color. Seven
filter carriers were accomplished. To verify the maturity and viability of the biological
layer of the biofilters, four of them were operated with effluents artificially
contaminated with Escherichia coli. The results were divided due to the analysis of
biological parameter or physicochemical. The results show that biofiltration associated
to the T. versicolor is efficient, once the efficiency of the color removal is higher when
compared to the biofilter without the fungus and the Descendent Flow Aerobic Reator.
The rate of the discoloration in the biofilter containing the T. versicolor was of 84,29%,
in the biolfilter without fungus was of 64,73% and in the Descendent Flow Aerobic
Reator (with T. versicolor) was of 14,26%. However, the presence of the fungal
biomass resulted in higher head loss, turbidity, acidity and color removal. In the biofilter
without of fungus, the head loss, turbidity, pH, pathogens were similar to the ones found
in literature concerning slow filtration. More than 99% of the bacteria were removed by
the biofilters, what indicates the importance of the maturity of the biological layer. The
discoloration was directly linked to the fungus’ laccase production, and the presence of
the E. coli increased the enzymatic activity. For example, in the supernatant water, it
went from 1.12 to 3.55 U L
-1
and in the filtrate from 0.92 to 2.49 U L
-1
, what means, an
increasing of enzymatic production from 216% and 170%, respectively
LISTA DE FIGURAS
Figura 1.1
Estrutura química do corante vermelho ponceau 4R
22
Figura 1.2
Imagem do T. versicolor em seu habitat natural
26
Figura 1.3
Imagem do topo da areia de um biofiltro, de um lado a areia raspada e
do outro o schmutzdecke intacto
28
Figura 3.1
Biofiltros construídos e instalados no laboratório de Enzimologia da
Faculdade de Farmácia da Universidade Federal de Goiás
32
Figura 3.2
Distribuição granulométrica da areia utilizada nos biofiltros
33
Figura 3.3
Espectro de varredura do corante vermelho ponceau 4R
36
Figura 3.4
Curva de calibração do corante vermelho ponceau 4R
37
Figura 4.1
Atividade enzimática referente ao sobrenadante e filtrado do Biofiltro
A durante a CF1
47
Figura 4.2
Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado do Biofiltro
A durante a CF2
48
Figura 4.3
Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado do Biofiltro
A durante a CF3
48
Figura 4.4
Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado do Biofiltro
A durante a CF4
48
Figura 4.5
Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado do Biofiltro
A durante a CF5
49
Figura 4.6
Atividade enzimática referente a saída do RAFD durante a CF5
49
Figura 4.7
Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado no Biofiltro
A durante a CF6
49
Figura 4.8
Atividade enzimática referente à saída do RAFD durante a CF6
50
Figura 4.9
Atividade enzimática referente aos sobrenadantes e filtrados dos
Biofiltros A,B durante a CF7
50
Figura 4.10
Atividade enzimática referente aos sobrenadante e saída do RAFD
durante a CF7
50
Figura 4.11
Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A e B durante a CF1
51
Figura 4.12
Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A e B durante a CF2
53
Figura 4.13
Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A e B durante a CF3
53
Figura 4.14
Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A e B durante a CF4
53
Figura 4.15
Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A, B e RAFD durante a
CF5
54
Figura 4.16
Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A, B e RAFD durante a
CF6
54
Figura 4.17
Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A, B e RAFD durante a
CF7
55
Figura 4.18
Perda de carga dos biofiltros durante a CF1
57
Figura 4.19
Perda de carga dos biofiltros durante a CF2
57
Figura 4.20
Perda de carga dos biofiltros durante a CF3
57
Figura 4.21
Perda de carga dos biofiltros durante a CF4
58
Figura 4.22
Perda de carga dos biofiltros durante a CF5
58
Figura 4.23
Perda de carga dos biofiltros durante a CF6
58
Figura 4.24
Perda de carga dos biofiltros (ambos com T. versicolor) durante a CF7
59
Figura 4.25
pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF1
61
Figura 4.26
pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF2
61
Figura 4.27
pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF3
62
Figura 4.28
pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF4
62
Figura 4.29
pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF5
63
Figura 4.30
pH dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF6
63
Figura 4.31
pH dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF7
63
Figura 4.32
Turbidez dos filtrados dos biofiltros durante a CF1
65
Figura 4.33
Turbidez dos filtrados dos biofiltros durante a CF2
66
Figura 4.34
Turbidez dos filtrados dos biofiltros durante a CF4
66
Figura 4.35
Turbidez dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF5.
66
Figura 4.36
Turbidez dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF6
67
Figura 4.37
Turbidez dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF7
67
LISTA DE QUADROS
Quadro 3.1
Parâmetros da caracterização da areia dos biofiltros
32
Quadro 3.2
Características físicas do sistema de biofiltração
33
Quadro 3.3
Concentrações iniciais de corante aplicadas nos sistemas de
tratamento estudados
35
Quadro 4.1
Nomenclatura adotada referente aos pontos amostrais nos sistemas
de tratamento estudados
44
Quadro 4.2
Carreiras de filtração com as concentrações aplicadas e o
respectivo tempo de duração de cada uma das sete
44
LISTA DE TABELAS
Tabela 4.1
Principais valores da atividade enzimática da lacase durante as sete
CF
46
Tabela 4.2
Valores máximos, mínimos e médios de percentual de remoção de
cor nos três sistemas de tratamento estudados
55
Tabela 4.3
Valores máximos, mínimos, média e tendência da perda de carga
referente a cada carreira de filtração
56
Tabela 4.4
Valores máximos, mínimos, média e tendência do pH referente aos
filtrados de cada carreira de filtração.
61
Tabela 4.5
Valores máximos, mínimos, média de turbidez dos filtrados dos três
sistemas de tratamentos referentes a cada carreira de filtração.
65
Tabela 4.6
Valores médios da atividade enzimática ocorrida nos sobrenadantes
e filtrados dos Biofiltros e do Reator Aeróbio de Fluxo Descendente
durante as carreiras de filtração 1, 2 e 5
69
Tabela 4.7
Valores médios dos parâmetros físico-químicos encontrados nos
filtrados dos Biofiltros e do RAFD durante as carreiras de filtração
1, 2 e 5
71
Tabela 4.8
Valores médios da atividade enzimática ocorrida nos sobrenadantes
e filtrados dos Biofiltros e do RAFD durante as carreiras de filtração
3, 4, 6 e 7
72
Tabela 4.9
Valores médios dos parâmetros físico-químicos encontrados nos
filtrados dos Biofiltros e do RAFD durante as carreiras de filtração
3, 4, 6 e 7
74
Tabela 4.10
Média, Desvio Padrão e Intervalo de Confiança da Média da
Purificação Relativa das amostras das CF 1, 2, 3 e 4 e por ponto de
amostragem nos biofiltros
76
Tabela 4.11
Média, Desvio Padrão e Intervalo de Confiança da Média da
Purificação Relativa das amostras das CF 5, 6 e 7 e por ponto de
amostragem nos biofiltros e no RAFD
77
Tabela 1
Teste de normalidade das CF 1, 2, 3 e 4
88
Tabela 2
Teste de normalidade para as CF 5, 6 e 7
89
LISTA DE SIGLAS E ABREVIATURAS
AACT
American Type Culture Collection
ABNT
Associação Brasileira de Normas Técnicas
ABTS
2,2-azinobis-3-ethylbenzthiazoline-6-sulfonate
ANVISA
Agência Nacional de Vigilância Sanitária
BGA
Meio ágar-batata-glicose
CCT
Coleção de Culturas Tropical
CF
Carreira de Filtração
C. Total
Coliformes totais
DAIA
Distrito Agroindustrial de Anápolis
E. coli
Escherichia coli
Lcc
Lacase
LiP
Lignina Peroxidase
MnP
Manganês Peroxidase
NMP
Número mais provável
PBS
Tampão fosfato salino
PBTA
fenilbenzotriazóis
RAFD
Reator Aeróbio de Fluxo Descendente
TSA
Tryptic soy agar
TSB
Tryptic soy broth
U
Unidade enzimática
SUMÁRIO
1
INTRODUÇÃO
15
1.1
JUSTIFICATIVA
16
1.2
OBJETIVOS
17
1.2.1
Geral
17
1.2.2
Específicos
17
2
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
18
2.1
CORANTES E EFLUENTES COLORIDOS
18
2.2
FUNGOS DE DEGRADAÇÃO BRANCA
22
2.2.1
Enzimas Lacase (E.C. 1.10.3.2), Lignina Peroxidase (E.C. 1.11.1.14)
e Manganês Peroxidase (E.C. 1.11.1.13)
24
2.3
SISTEMA DE BIOFILTRAÇÃO - FILTRAÇÃO LENTA
27
3
MATERIAL E MÉTODOS
31
3.1
INSTALAÇÃO DOS BIOFILTROS E DO REATOR AERÓBIO DE
FLUXO DESCENDENTE (RAFD)
31
3.2
CARREIRAS DE FILTRAÇÃO
34
3.3
ÁGUA DE POÇO
35
3.4
ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS
35
3.5
CORANTES E PREPARO DO EFLUENTE BRUTO
36
3.6
CAMADA BIOLÓGICA E INOCULAÇÃO DE Escherichia coli
37
3.6.1
Preparação da solução de Escherichia coli
37
3.6.2
Determinação da concentração de Coliformes totais e E. coli
38
3.6.3
Cultura estoque líquida
38
3.6.4
Quantificação da E. coli na cultura estoque líquida – Método de
Pour Plate
39
3.6.5
Inoculação de E. coli nos sistemas de tratamento
39
3.7
FUNGO Trametes versicolor
40
3.7.1
Análise da determinação enzimática
40
4
RESULTADOS E DISCUSSÃO
43
4.1
ATIVIDADE ENZIMÁTICA
45
4.2
COR
51
4.3
PERDA DE CARGA
56
4.4
pH
60
4.5
TURBIDEZ
64
4.6
COLIFORMES TOTAIS E E. coli
4.7
COMPARAÇÕES ENTRE AS CARREIRAS DE FILTRAÇÃO
69
4.7.1
Comparação entre CF1 x CF2 x CF3 x CF5
69
4.4.7.1
Parâmetro biológico
69
4.4.7.2
Parâmetros físico-químicos
69
4.7.2
Comparação entre CF3 x CF4 x CF6 x CF7
72
4.7.2.1
Parâmetro biológico
72
4.7.2.2
Parâmetros físico-químicos
73
4.8
ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA COMPARAÇÃO ENTRE AS
MÉDIAS DE DESCOLORAÇÃO ENTRE OS BIOFILTROS (A E B)
E RAFD
75
5
CONCLUSÕES E SUGESTÕES
78
5.1
CONCLUSÕES
78
5.2
SUGESTÕES
79
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
81
15
1 INTRODUÇÃO
Várias indústrias tais como alimentícia, farmacêutica, química, cosmética,
curtume e têxtil utilizam amplamente corantes em seus processos de fabricação devido a sua
facilidade de utilização (ASKU et al., 2007). Sendo assim, a disponibilidade comercial é
enorme, dada a grande exigência diante da beleza da cor, pelo público-alvo.
Efluentes coloridos são despejados pelas indústrias nos corpos receptores. Mesmo
em pequenas concentrações, eles podem alterar a cor e a turbidez da água, e produtos tóxicos
e carcinogênicos podem ser formados (TAUBER et al., 2005). Com isso, segundo Kunz et al.
(2002), tais compostos provocam poluição visual e alterações nos ciclos biológicos, como na
fotossíntese das algas. Outro importante inconveniente a ser considerado é o carreamento
desses corantes para águas de abastecimento público (GUARATINI e ZANONI, 2000).
Estudos têm mostrado que a alta estabilidade biológica dos corantes dificultam a
degradação por diversos processos de tratamento, por exemplo o lodo ativado, e não são
eficientes na remoção de cor. O efluente final pode apresentar coloração acentuada
(BERTAZZOLI e PELEGRINI, 2002; DALLAGO, SMANIOTTO e OLIVEIRA, 2005). O
tratamento de efluentes com corantes persistentes é um desafio para as indústrias de todo o
mundo.
A aplicação de microrganismos têm sido estudada e definida de muitas formas
pelos principais centros de pesquisa. Tais processos biológicos são a alternativa
potencialmente mais viável, já que os fungos de degradação branca são parte da
biodiversidade brasileira e, podem remover a cor dos efluentes, degradam e mineralizam
vários tipos de corantes, tipo azo, antraquinona, heterocíclicos, trifenilmetano e corantes
poliméricos (MACHADO et al., 2006).
Os fungos estão relacionados com a degradação de substâncias indesejáveis
presentes na água contaminada, transformando-as em compostos menos nocivos. Tais
microrganismos são capazes também de se adaptar a diversos tipos de ambientes poluídos
devido a sua produção extracelular de ácidos, proteínas, peroxidases, entre outros metabólitos
(TRIPATHI, HARSH, GUPTA, 2007). Asku et al. (2006) afirmam que o fungo Trametes
versicolor é um dos mais utilizados para degradação de corantes. O benefício que ele oferece
é devido a atividade enzimática da lignina peroxidase, manganês peroxidase e lacase. Estas
são altamente oxidativas, não específicas e degradam complexas estruturas aromáticas.
Para aumentar a eficiência de descoloração, além do fungo Trametes versicolor,
pode-se utilizar também o biofiltro de areia, ou seja, filtração lenta. A biofiltração é uma
16
tecnologia limpa e que não requer adição de produtos químicos e nem utilização de
equipamentos sofisticados.
Segundo Di Bernardo (1993), o efluente bruto, durante a sua passagem pelo meio
filtrante muda continuamente de direção, proporcionando o contato entre as impurezas e os
grãos do meio, com retenção de parte delas. A filtração lenta é resultado de várias ações como
transporte, aderência e atividade biológica. A fina camada formada no topo do meio filtrante
(areia), após o amadurecimento do filtro, é denominada camada biológica (Schmutzdecke), e
pode ser avaliada como a etapa mais importante da filtração lenta. A camada biológica é
formada por vários tipos de organismos tais como algas, bactérias, diatomáceas, protozoários,
rotíferos entre outros. A atividade nesta região do filtro é intensa, lugar este onde a matéria
orgânica e vários outros compostos presentes na água bruta são digeridos, predados ou mortos
pelos microrganismos citados. A remoção quase completa de patógenos foi confirmada por
Bellamy, Hendricks e Logsdon (1985), Murtha e Heller (2003), Lopes (2008) entre outros
autores.
1.1 JUSTIFICATIVA
O presente trabalho é justificado pela carência de estudos com o uso da
biofiltração concomitante com fungos de degradação branca, devido ao potencial de remoção
de patógenos e substâncias tóxicas por ambos os sistemas.
O uso de corantes nos produtos industrializados implica na produção de efluentes
com cor, que geralmente são descartados em corpos d´água sem tratamento prévio algum. A
grande dificuldade de tratamento de efluentes coloridos está no tipo de estruturas químicas
dos corantes, excesso de cor nos efluentes e, sistema de tratamento aeróbio ineficiente
(MACHADO et al., 2006). A partir de corantes azóicos, podem ser formados os 2-
fenilbenzotriazóis (PBTA) que são genotóxicos, e que já foram identificados em águas
superficiais de outros países, podem oferecer riscos a saúde humana (KUMMROW e
UMBUZEIRO, 2008).
Nos últimos 20 anos, várias técnicas foram desenvolvidas, porém poucas adotam
tais metodologias, pois são de alto custo, baixa eficiência e, não são aplicáveis a vários tipos
de corantes. Para aumentar a eficiência de descoloração, além do fungo Trametes versicolor,
pode-se utilizar também o biofiltro de areia. A biofiltração em associação a fungos de
17
degradação branca é uma alternativa para pós-tratamento (polimento) de efluentes industriais
e das águas de abastecimento, ambos contaminados por corantes.
1.2 OBJETIVOS
1.2.1 Geral
Avaliar e comparar o desempenho de biofiltros de areia com e sem associação do
fungo Trametes versicolor para remoção do corante vermelho ponceau 4R.
1.2.2 Específicos
- Utilizar o fungo Trametes versicolor no biofiltro de areia (filtração lenta) para remoção de
cor;
-Determinar o comportamento e a produção das enzimas lacase, lignina peroxidase e
manganês peroxidase produzidas pela biomassa do fungo Trametes versicolor no biofiltro de
areia e no Reator Aeróbio de Fluxo Descendente, em condições normais de temperatura e
pressão;
-Determinar e comparar a eficiência de remoção do corante vermelho ponceau 4R nos
biofiltros e Reator Aeróbio de Fluxo Descendente com e sem a presença de fungo de
degradação branca Trametes versicolor;
-Avaliar o efeito da concentração da bactéria E. coli nos Biofiltros, Reator Aeróbio de Fluxo
Descendente e ao fungo Trametes versicolor sobre a produção enzimática;
-Determinar o efeito da profundidade da camada de areia na eficiência de remoção do corante
vermelho ponceau 4R.
18
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
O conceito de poluição possui muitas variações. No entanto, tem-se considerado
que são compostos indesejáveis, depositados pelo homem no meio ambiente, em quantidades
suficientes que podem trazer prejuízo de alguma forma para a vida. A poluição aquática
envolve pequenas quantidades de contaminantes oriundos de fontes diretamente pontuais ou
não (TRIPATHI, HARSH e GUPTA, 2007).
O crescente avanço científico e tecnológico proporcionou o desenvolvimento de
muitas atividades industriais, permitindo o surgimento de vários produtos de primeira
necessidade. No entanto, devido às características dos tipos de produção, estes
empreendimentos são responsáveis por inúmeros danos ambientais (MORAES, 1999).
Dentre as diferentes substâncias presentes nos efluentes industriais têm-se os
compostos recalcitrantes ou refratários que não são degradados por sistemas biológicos e
então são lançados nos corpos d´água. Por possuírem característica de serem acumulativos,
invertebrados e peixes podem possuir em seus organismos concentrações que podem levar a
morte. Nos seres humanos podem ser observados efeitos mutagênicos e/ou cancerígenos
devido à acumulação na cadeia alimentar (ALMEIDA et al., 2004).
2.1 CORANTES E EFLUENTES COLORIDOS
A produtividade industrial tem crescido muito em todo o mundo. Assim, a
produção de esgotos contaminados por corantes também tem aumentado. O problema dos
efluentes coloridos, principalmente os insolúveis em água, é que atrapalham a fotossíntese, e
possuem produtos de degradação também carcinogênicos (SANTOS, 2005). Segundo a
ANVISA (2009), “considera-se corante a substância ou a mistura de substâncias que possuem
a propriedade de conferir ou intensificar a coloração de alimento (e bebida)”.
Com o objetivo de atrair consumidores, indústrias alimentícias apostam na adição
de corantes naturais e sintéticos. Tais aditivos não possuem valor nutritivo, mas tornam os
produtos mais vendáveis. Logo, a dieta se torna uma das principais vias de acesso do homem
a diferentes compostos químicos. No entanto, algumas substâncias ingeridas, tais como os
aditivos, podem ter efeitos mutagênicos e/ou carcinogênicos (ANTUNES e ARAÚJO, 2000).
A indústria farmacêutica também tem adicionado em medicamentos de uso
interno excipientes ou ingredientes inativos. Tratam-se de milhares de substâncias que não
19
possuem valor terapêutico. No caso dos corantes, os mesmos tem função de deixar os
remédios palatáveis, o que favorece a adesão do paciente ao tratamento. Reações adversas por
intolerância ou alergia aos excipientes são erroneamente associadas ao princípio ativo do
medicamento (BALBANI, STELZER e MONTOVANI, 2006). Pontualmente, a produção
geradora em grande escala de efluentes contendo substâncias tóxicas pode ser encontrada em
Goiás, no Distrito Agroindustrial de Anápolis (DAIA), local este onde estão instaladas
inúmeras indústrias farmacêuticas produtoras de medicamentos.
No processo de tingimento de tecidos, há várias etapas. Segundo Guaratini e
Zanoni (2000), a operação final do tingimento é baseada em inúmeras lavagens em água
corrente para remoção do corante em excesso ou não fixado à fibra. Logo, este efluente
contaminado é lançado em corpos receptores gerando problemas para a vida aquática em
geral. Estes efluentes coloridos quando não tratados, podem causar sérios problemas de
contaminação ambiental. Atualmente existem cerca de 10000 corantes e pigmentos
comercializados, sendo consumidas anualmente 7x10
5
toneladas no mundo e 26500 toneladas
no Brasil.
Segundo Guaratini e Zanoni (2000), a classificação dos corantes pode ser devido a
sua estrutura química ou pela forma de fixação à fibra têxtil. Segundo o método pelo qual é
fixado tem-se: (1) corantes reativos, que possuem um grupo eletrofílico que formam ligação
covalente com grupo hidroxila das fibras celulósicas. Os principais tipos de corantes reativos
possuem a função azo e antraquinona. (2) corantes diretos, são solúveis em água e tingem
fibras de celulose por meio de interações de Van der Waals. Os eletrólitos aumentam a
afinidade do corante com a fibra. Os corantes deste tipo possuem mais de um grupo azo. (3)
corantes azóicos, são insolúveis em água e são sintetizados sobre a fibra durante o processo de
tingimento. A fibra é saturada com composto solúvel (agente de acoplamento) em água e que
apresenta afinidade por ceulose, assim adiciona-se um sal de diazônio que reage com este
agente e produz um corante insolúvel em água. (4) corantes ácidos, possuem substâncias com
estrutura química azo, antraquinona, triarilmetano, azina, xanteno, ketonimina, nitro e nitroso
(ampla coloração e fixação). Trata-se de um grupo de corantes aniônicos com um a três
grupos sulfônicos, estes tornam o corante solúvel em água. Eles são aplicados em fibras
protéicas e de poliamida sintética. (5) corantes à cuba, são aplicados no algodão, tratam-se dos
corantes índigos, tioindigóides e antraquinóides. Eles são insolúveis em água, mas no
processo de tintura é aplicada uma solução alcalina que torna o corante em composto solúvel,
e o composto, em contato com ar, se fixa a fibra. (6) corantes de enxofre, esta classe apresenta
resíduos tóxicos, pois após a aplicação os compostos são macromoléculas com pontes de
20
polissultetos, insolúveis em água. São usados em fibras celulósicas. (7) corantes dispersivos,
são insolúveis em água e aplicados em fibras de celulose e fibras hidrofóbicas. O corante
sofre hidrólise e a forma insolúvel precipita na forma dispersa sobre o acetato de celulose.
Agentes dispersantes estabilizam a suspensão do corante e facilitam a adesão à fibra. (8)
corantes pré-metalizados, possuem um grupo hidroxila ou carboxila e formam complexos íons
metálicos. Estes corantes geram águas de rejeito com metal. (9) corantes branqueadores, são
utilizados em fibras no estado bruto e promovem diminuição da tonalidade amarelada.
De acordo com Santos (2005) os corantes do tipo azo correspondem a 60% dos
corantes utilizados na indústria têxtil. O grupo azo inclui os principais tipos de corantes
reativos, os quais possuem um grupo eletrofílico que formam ligação covalente com grupos
hidroxila das fibras celulósicas, com grupos amino, hidroxila e tióis das fibras protéicas e
também com grupos amino das poliamidas. O grupo –N=N– está ligado aos sistemas
aromáticos e a outra parte da molécula do corante, ligada ao grupo cromóforo, é responsável
pela fixação da cor à fibra (KUNZ et al., 2002). A cor, por ser de difícil degradação, pode
levar muito tempo para ser reduzida. Segundo Hao, Kim e Chang (2000), por exemplo, o
corante Reactive Blue 19, para ser degradado, precisa de 46 anos em pH 7, a temperatura
25ºC.
Os efluentes têxteis geralmente apresentam alta coloração, demanda bioquímica
de oxigênio elevada e concentrações significativas de sólidos suspensos, no entanto tem baixa
concentração de oxigênio dissolvido. Tal tipo de indústria é a que mais produz efluentes com
corantes (MORAES, 1999).
As empresas do ramo alimentício e farmacêutico, preocupados em atender às
expectativas dos clientes e atrair mais consumidores, utilizam aditivos para chamar a atenção
das pessoas, ampliando a variedade e durabilidade dos produtos. O consumidor relaciona
qualidade, sabor e estado de conservação dos alimentos com a cor (SANTOS e NAGATA,
2005). Os corantes podem ser divididos em naturais e sintéticos. Os corantes naturais podem
ser obtidos a partir de vegetais, exemplo: carmina e beta-caroteno. Os corantes sintéticos são
quimicamente sintetizados, como por exemplo: amarelo tartrazina, vermelho ponceau e índigo
(LUCAS e TAYLOR, 2001). Os aditivos não possuem nenhum tipo de valor nutritivo.
Estudos mostram que tais aditivos possuem características benéficas ao
processamento e a venda dos produtos. No entanto, os aditivos podem provocar
conseqüências nos humanos, ou seja, os produtos podem ter potencial tóxico e gerar desde
21
uma simples intolerância, alergia e até câncer (GENNARO et al., 1994
1
apud SANTOS e
NAGATA, 2005; LUCAS e TAYLOR, 2001). Em alguns países existem corantes que são
proibidos devido a sua ação mutagênica e/ou carcinogênica, enquanto que em outros países
esses mesmos corantes são utilizados indiscriminadamente (ANTUNES e ARAÚJO, 2000).
Segundo Dos Santos, Cervantes e Lier (2007) ainda não há um tratamento que
seja economicamente viável e eficiente ao mesmo tempo para ser aplicado nas estações de
tratamento de esgoto das indústrias têxteis. Nos sistemas de tratamento comuns como lodos
ativados, a remoção de corantes azo é de apenas 10 a 30%, sendo o principal fator a remoção
atribuída a adsorção no lodo. No entanto, em condições anaeróbias a remoção passa para 60 a
80% (Dos SANTOS et al. 2006).
As técnicas de coagulação seguida de flotação ou sedimentação removem apenas
material particulado, e não cor. Os processos biológicos têm crescido muito devido a sua
relativa facilidade de implementação. Os lodos ativados são sensíveis à composição do
efluente e produzem muitos resíduos (KUNZ et al., 2002). Novas técnicas de baixo custo de
implantação estão sendo estudadas para maior remoção de cor por meio da biodegradação.
O corante escolhido no presente trabalho é o corante sintético do grupo azo,
vermelho ponceau 4R, bastante difundido nas indústrias alimentícia e farmacêutica e aplicado
em doces de calda, refrigerantes, cereais, xaropes e cápsulas de comprimidos. Pela
classificação da ANVISA (2009), o vermelho ponceau 4R é um corante orgânico sintético
artificial (C.II) e é autorizada a sua utilização como aditivo. No trabalho de Balbani et al.
(2006), dos 73 medicamentos analisados, 5,4% apresentaram o corante vermelho ponceau em
sua formulação.
A Figura 1.1 apresenta a estrutura química do corante vermelho ponceau 4R.
1
GENNARO, M.C.; GIOANNINI, E.; ANGELINO, S.; AIGOTTI, R.; GIACOSA, D. Identification and determination of
red dyes in confectionery by ion-interaction highperformance liquid chromatography . Journal of
Chromatography A, v.767, p.87-92, ago. 1997.
22
Figura 1.1 – Estrutura química do corante vermelho ponceau 4R.
A água pode conter cor que não são provenientes de corantes. Trata-se de matéria
orgânica natural dissolvida, conhecida também como substâncias húmicas (podem ser
compostas por ácido húmico, ácido fúlvico, ácido himatomelânico, humina) (PAVANELLI,
2001).
2.2 FUNGOS DE DEGRADAÇÃO BRANCA
A biorremediação utiliza as funções naturais dos microrganismos de
transformação, mineralização ou complexação de compostos, direcionando-as para o controle
de poluentes ambientais orgânicos ou inorgânicos. O baixo custo operacional e a relativa
facilidade de aplicação aumentam a possibilidade do uso eficiente de microrganismos no
tratamento degradativo de contaminantes diversos (KUNZ et al., 2002; FREIRE et al. 2000).
Segundo Moraes (1999), no tratamento de efluentes por microrganismos, ocorre a mudança
de compostos orgânico tóxicos para CO
2
, H
2
O, CH
4
. Os compostos são substratos para a
manutenção do crescimento dos microrganismos.
A chave para o processo de degradação está na formação do oxigênio ativo, assim,
ele pode induzir o primeiro passo para a quebra de compostos dito estáveis. Os fungos de
degradação branca produzem enzimas capazes de catalisar a formação do oxigênio ativo para
iniciar o processo de degradação (NILSSON et al., 2006). As madeiras em estágio final de
decomposição ou deterioração podem apresentar lacases fúngicas de diferentes gêneros de
ascomicetos, deuteromicetos e basidiomicetos. Estes últimos são os melhores produtores de
N N
OH
NaO3S
NaO3S
SO3Na
23
lacase, também conhecidos como fungos de degradação branca, já que degradam madeira. A
lacase oxida os anéis fenólicos em radicais fenoxílicos (GARCIA, 2006). Os basidiomicetos
não só removem cor, como também degradam e mineralizam vários tipos de estruturas de
corantes, além de compostos tóxicos e recalcitrantes.
Segundo McMullan et al. (2001), os fungos fazem parte do centro do ciclo do
carbono devido a sua capacidade de mineralizar a lignina presente na madeira, cuja molécula
é uma complexa estrutura polimérica. Assim, estes organismos tem sido capazes de
mineralizar também uma diversa gama de poluentes orgânicos persistentes, devido a não-
especificidade da natureza de suas enzimas lignolíticas.
Segundo Tripathi et al. (2007) os fungos podem produzir metabólitos tais como
ácidos cítricos, proteínas homogêneas, proteínas heterogêneas e peroxidases. Tais autores têm
demonstrado também a capacidade e eficiência dos fungos em reduzir a toxicidade de
substâncias presentes em efluentes industriais.
Aksu et al. (2007) afirmam que os fungos de degradação branca são capazes de
tratar vários tipos de corantes devido a suas enzimas não possuírem especificidade de
substrato. Logo, a aplicação de fungos em efluentes contaminados por corantes pode ser uma
alternativa viável.
Para Mohorcic et al. (2005), a avaliação de diferentes resultados de descoloração
depende do método usado, sendo que a tolerância aos constituintes depende da concentração
de corantes, no entanto a utilização de fungos pode ser um promissor recurso para ser usado
em tratamento de corantes têxteis.
Uma tecnologia para tratamento de efluentes é a aplicação de enzimas, sendo que
a lacase (Lcc), lignina peroxidase (LiP) e manganês peroxidase (MnP) podem degradar
grande número de substâncias tóxicas e persistentes. O uso de fungos capazes de degradar
compostos orgânicos parece ser um método promissor para o tratamento de efluentes, em
particular, os fungos de decomposição branca que possuem um sistema enzimático que os
torna capazes de tolerar altas concentrações de poluentes tóxicos (BARR e AUST, 1994).
Heinfling, Bergauer, Szewzyk (1997) afirmam que o Trametes versicolor, por ser
um bom redutor de toxicidade, é um candidato promissor para ser aplicado em métodos de
tratamento para água e águas residuárias que contenham corantes. E devido à inespecificidade
de suas enzimas lignolíticas, este fungo de degradação branca é capaz de descolorir grande
quantidade de classes e estruturas diferentes de corantes.
24
2.2.1 Enzimas Lacase (E.C. 1.10.3.2), Lignina Peroxidase (E.C. 1.11.1.14) e Manganês
Peroxidase (E.C. 1.11.1.13)
Segundo Widsten e Kandelbauer (2008), a Lcc é uma glicoproteína extracelular
produzida por fungos de degradação branca, que prestam importante papel no ciclo do
carbono, através da degradação de material lignolítico, tal como a madeira.
A lacase conhecida também como enzima p-difenol (dioxigênio oxidoredutase)
foi primeiramente descrita em 1883, descoberta no Japão. Depois, em 1896, foi confirmada
sua presença também em fungos. Deste modo, trata-se de uma das enzimas mais antigas que
vem sendo estudadas desde o fim do século passado (THURSTON, 1994). Este mesmo autor
classifica a lacase como pertencente ao grupo das oxidases azuis, e afirma que a grande
quantidade de estudos a cerca dela não se dá apenas pelo fato de reduzirem oxigênio
molecular em água. E sim, devido ao conhecimento a cerca destas proteínas ser restrito.
As lacases catalisam a oxidação de uma grande variedade de compostos tais como
difenóis, polifenóis, diaminas, fenóis substituídos e aminas aromáticas, através da
transferência de um elétron, onde o oxigênio molecular é o aceptor de elétrons. Assim, um
único elétron é perdido pelo substrato, formando um radical livre, que por sua instabilidade,
pode sofrer oxidação catalisada pela lacase ou reações não enzimáticas (KIISKINEN et al.,
2004; EDENS, et al., 1999; THURSTON, 1994).
Mayer e Staples (2002) afirmam que as enzimas produzidas por fungos são muito
utilizadas na degradação de vários compostos ambientais persistentes. As lacases podem ser
usadas no melhoramento da eficiência dos processos de biorremediação.
Os fungos de degradação branca também são produtores, além da lacase, de outras
enzimas também conhecidas como lignina peroxidase (LiP) e manganês peroxidase (MnP).
Juntamente com a LiP e a MnP, a Lcc oxida a lignina, um polímero aromático que junto com
polissacarídeos como a celulose e hemicelulose, compõem a madeira. A lacase do Trametes
versicolor é capaz de oxidar modelos de lignina não fenólicos na presença de 2,2-azinobis-3-
ethylbenzthiazoline-6-sulfonate (ABTS) ou seringaldazina em forma similar a lignina
peroxidase (BOURBONNAIS et al, 1995). A lacase possui cobre no seu sítio ativo e catalisa
a redução do O
2
para água com simultânea oxidação de substratos fenólicos. Além disso, as
moléculas que possuem quatro átomos de cobre por moléculas de enzima, não somente oxida
ácidos fenólicos e metoxifenólicos, mas também os descarboxila e ataca seus grupos metoxila
através de desmetilação ou demetoxilação. Ainda existam enzimas com dois, três ou seis
átomos de cobre (PHOTTHAST et al., 1997; LEONOWICZ e GRZYWNOWICZ, 1981).
25
Young e Yu (1997) concluíram em seu trabalho que as enzimas produzidas pelos
fungos de degradação branca promovem maior descoloração sob condições onde o pH é ácido
(3,5-5). E também que as várias estruturas dos corantes são degradadas em taxas enzimáticas
diferentes, e que altas concentrações de corantes resultam em descolorações mais lentas, em
geral.
Graça (2000) observou uma descoloração rápida e completa do corante RBRR
(Remazol Brilliant Blue R) em comprimento de onda de absorção máxima, usando uma
preparação comercial de lacase. A lacase isolada só produziu descoloração quando adicionada
de um mediador redox (ácido fenotiazina-10-propiónico). Os mediadores redox permitem que
lacases oxidem compostos não fenólicos, expandindo assim a gama de substratos que podem
ser oxidados. Ainda segundo Graça (2000) outros autores obtiveram resultados com
descoloração pela lacase purificada, dependendo da idade da cultura, provavelmente devido à
espécie fúngica cultivada de que se obteve a enzima. O conjunto de resultados sugere que a
natureza robusta da lacase e a sua disponibilidade podem tomar possíveis aplicações em maior
escala na descoloração de águas residuárias têxteis.
A Figura 1.2 ilustra o T. versicolor em seu habitat natural, o tronco de uma árvore
em fase de decomposição.
26
Figura 1.2 – Imagem do T. versicolor em seu habitat natural. Fonte: Nathan Wilson in:
www.discoverlife.org
A produção de lacase pelo T. versicolor pode ainda ser induzida pela presença de
outros microrganismos. Interações interespecíficas como as que ocorrem naturalmente no
meio ambiente podem ser estudadas também em laboratório. Baldrian, (2004) comprova que
interação entre fungos de degradação branca, ou fungos com bactérias podem alterar a
produção final de enzimas. Dentre seus resultados ele demonstra o aumento da lacase quando
existe a presença de E. coli. Assim, a interatividade do fungo de degradação branca com a
bactéria pode influenciar positivamente na biodegradação de poluentes.
Segundo o trabalho de Wong e Yu (1999) a lacase é a principal enzima do
Trametes versicolor responsável pela descoloração de diferentes estruturas químicas de
corantes. No entanto, afirmam ainda que muitos corantes, tais como azo e índigo, não são
substratos para a lacase, e a degradação deles depende da presença de pequenas moléculas de
metabólitos. Logo, os substratos como os corantes dos efluentes industriais podem mediar a
interação entre a lacase e os substratos não-corantes, assim como as pequenas moléculas
metabólicas, e a descoloração destes últimos corantes é significativamente melhor devido a
este mecanismo. Esta propriedade do T. versicolor e de sua lacase é muito valiosa, pois as
27
pequenas moléculas metabólicas podem não ser produzidas em grande quantidade na maioria
dos efluentes industriais, mas substratos como corantes existem nos efluentes.
2.3 SISTEMA DE BIOFILTRAÇÃO – FILTRAÇÃO LENTA
A filtração lenta é considerada uma das mais antigas tecnologias em uso utilizada
até hoje para abastecimento de água. O seu emprego pode ser verificado em diversas regiões
do planeta, como exemplo: Europa, Peru e pequenas comunidades dos Estados Unidos (Di
BERNARDO, 1993; BRITO et al., 2005).
A filtração lenta é uma das mais recentes formas de biofiltração usada no
tratamento de água desde grandes centros urbanos até pequenas comunidades rurais
(GRAHAM, 1999). A filtração lenta é uma tecnologia bastante conhecida no mundo todo,
especialmente pelas suas vantagens. Na literatura especializada esta tecnologia é bastante
difundida, pois seus custos de operação e manutenção são baixos, não necessita de adição de
produtos químicos, possui fácil operação, e a água filtrada é bacteriologicamente segura (DI
BERNARDO, 1993). Tangerino e Di Bernardo (2005) apontam que água filtrada possui boa
qualidade, baixa turbidez, baixa quantidade de impurezas dissolvidas, bactérias, vírus
entéricos, e protozoários. No entanto, afirma ainda que para garantir a qualidade do filtrado, o
efluente bruto deve possuir valores relativamente baixos de turbidez (<10 uT), cor verdadeira,
sólidos suspensos, coliformes, entre outros.
No processo de filtração, no início da carreira de filtração nota-se altura mínima
d’água sobre o leito, no entanto o nível vai crescendo gradualmente de acordo com a
resistência hidráulica, que aumenta devido á retenção de impurezas e da formação do
schmutzdecke. Assim, quando o nível atinge o valor máximo, é realizada limpeza do filtro por
meio de remoção de 1 a 3 cm de areia da camada superior do leito filtrante (VERAS e Di
BERNARDO, 2008). A Figura 1.3 ilustra a camada do topo da areia, sendo que de um lado
foi realizada raspagem da camada schmutzdecke e do outro lado o schmutzdecke intacto.
28
Figura 1.3 – Imagem do topo da areia de um biofiltro, de um lado a areia
raspada e do outro o schmutzdecke intacto. Fonte: Brito et al. (2005)
No processo de remoção de microrganismos ocorrem vários tipos de processos e
operações físicas, químicas e microbiológicas. Sendo que estes últimos são os mais
importantes e podem ser divididos em predação, competição, morte natural e necrofagia.
Assim, tais mecanismos fornecem a filtração lenta importante papel na remoção de bactérias
(coliformes), vírus, cistos de Giardia e oocistos de Cryptosporidium (BRITO et al., 2005).
Heller et al. (2006) simularam possíveis picos de Cryptosporidium sp e a
viabilidade de se usar a filtração lenta nestes casos. Assim, concluem que a remoção de
Cryptosporidium foi de 99,89 a 99,98%, para a Giardia a remoção foi de 100%.
Há um crescente interesse pela filtração lenta, devido a estudos que identificaram
sua capacidade de degradação de importantes poluentes químicos orgânicos como herbicidas.
Segundo Murtha e Heller (2003), nos Estados Unidos a eficiência da remoção de
microrganismos no processo de filtração lenta foi reconhecida, gerando alterações nas normas
para tratamento de águas superficiais e na qualidade da água para consumo humano.
A remoção de cor aparente de água para piscicultura, em um filtro lento, pode
chegar a 90% com uma taxa de filtração de 2 m
3
/m
2
/dia. Com o dobro da taxa de filtração, a
remoção de cor foi de 87% (PATERNIANI e ZUPPI DA CONCEIÇÃO, 2001). Murtha e
Heller (2003) verificaram remoção de cor aparente nos 15 cm iniciais do leito filtrante. Para
29
remoção de cor verdadeira, eles verificaram maior eficiência de cor com menores taxas de
filtração.
A remoção, no início da carreira de filtração, de 0,82 log de coliformes totais e 1,7
log de Giardia, é menor em relação a mesmo filtro, porém maduro. Após duas semanas,
foram removidos 4 log de coliformes totais e, zero de Giardia no filtrado (BELLAMY et al.,
1985). A importância do amadurecimento do filtro e da sua camada biológica é reforçada por
Brito et al. (2005), já que estes autores concluíram em seu trabalho que a Schmutzdecke
apresenta satisfatória remoção de microrganismos apenas quando a camada biológica está
bem desenvolvida. Tangerino e Di Bernardo (2005) concluíram que a remoção de coliformes
totais em seus filtros lentos foi de 81 a 100%. Di Bernardo (2002) afirma que as
características da água, da taxa efluente, do meio e da forma do meio filtrante, influenciam na
formação da camada biológica, o tempo pode variar entre dias a semanas.
Brito et al. (2005) concluíram em seu trabalho que taxas altas de filtração podem
desfavorecer a maturidade biológica do leito filtrante. Nas condições que eles estudaram,
afirmam que a principal remoção de microrganismos ocorre nos primeiros 0,45 cm iniciais de
areia, no entanto a remoção também é verificada entre 0,45-0,60 cm e 0,60-0,75 cm em
diferentes proporções.
Murtha e Heller (2003) concluíram que a filtração lenta é um processo excelente
na remoção de E. coli, sendo freqüente a sua remoção total. Ainda seu trabalho, afirmam que
a média de remoção de cor foi de 35 a 52%, e foi um pouco mais alta em taxas de filtração
menores. Teixeira (2003), em suas condições de estudo, verificou que os filtros lentos
removeram 99,8 a 99,99% de E. coli, 96,02 a 99,68% de colifagos, a remoção de Clostridium
perfringens ficu entre 84 a 97,49%.
A turbidez é reduzida e retida nos 10 centímetros iniciais da areia, é nesta região
que são concentrados os mecanismos de retenção de sólidos em suspensão, e aumenta a sua
eficiência ao longo da carreira de filtração. Murtha e Heller (2003) comprovaram também que
os valores de turbidez são reduzidos à medida que os filtros lentos vão amadurecendo, ou seja,
ao longo das carreiras de filtração.
Além de microrganismos, a filtração lenta também pode remover cromo (BAIG,
MEHMOOD; MATIN, et al., 2003). Estes autores afirmam que mesmo em altas
concentrações, os filtros lentos conseguem remover com muita eficiência, o cromo. E que a
eficiência depende da profundidade da camada de areia, já que a 0,4 m a redução deste
composto é boa, mas a 1,2 m têm-se melhores resultados de remoção.
30
Pesquisas realizadas por Baig et al. (2003), Bahgat, Dewedar, Zayed (1999),
Sadiq et al. (2003), mostram boas perspectivas na utilização da filtração lenta em plantas
industriais para tratamento de efluentes produzindo água para reuso.
31
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 INSTALAÇÃO DOS BIOFILTROS E DO REATOR AERÓBIO DE FLUXO
DESCENDENTE (RAFD)
No presente estudo foram utilizados dois biofiltros de areia, denominados
“Biofiltro A” e “Biofiltro B” e um RAFD. Estes três sistemas de tratamento se encontram
instalados no Laboratório de Enzimologia da Faculdade de Farmácia da Universidade Federal
de Goiás (UFG). Os biofiltros e o RAFD foram abastecidos com água de poço acrescida de
corante vermelho, denominado efluente bruto. Os filtrados foram armazenados em galões de
20 L cada um. As amostras foram coletadas por meio de uma bomba manual de sucção que
era colocada 10 cm acima do topo de areia para retirar, diariamente, 200 mL do sobrenadante
dos biofiltros. Este mesmo volume era retirado de cada um dos galões dos filtrados tratados
para posterior análise.
Os Biofiltros, o RAFD e os respectivos pontos amostrais estão apresentados na
Figura 3.1.
32
Figura 3.1 – Biofiltros, Reator Aeróbio de Fluxo Descendente de Fluxo Descendente e
pontos amostrais - Laboratório de Enzimologia da Faculdade de Farmácia da
Universidade Federal de Goiás.
O Quadro 3.1 apresenta a caracterização da areia utilizada nos biofiltros. A Figura
3.2 apresenta o gráfico da distribuição granulométrica da areia. O Quadro 3.2 apresenta as
características físicas de todo sistema de biofiltração.
Quadro 3.1 – Parâmetros da caracterização da areia dos biofiltros
D
10
(tamanho efetivo)
D
60
CD (coeficiente
de desuniformidade)
T
ef
(tamanho efetivo)
0,28 mm
0,39 mm
1,39
0,28 mm
Reservatório 2
Reservatório 1
E. coli
Bomba
Biofiltro A
Biofiltro B
Reator Aeróbio
de Fluxo
Descendente
Rs
Rsa
As
Bs
Af
Bf
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
90,0
100,0
0,10 1,00 10,00
Porcetagem que passa %
Abertura da Peneira mm
Distribuição Granulométrica
33
Figura 3.2 – Distribuição granulométrica da areia utilizada nos biofiltros. Fonte: Lopes (2008)
Quadro 3.2 – Características físicas do sistema de biofiltração.
Diâmetro externo do filtro
0,080 m
Diâmetro interno do filtro
0,077 m
Altura da coluna de acrílico
2,00 m
Camada suporte de pedregulho (granulometria entre 1,4 e 31 mm)
0,05 m
Altura do meio filtrante
0,90 m
Carga hidráulica máxima cima do topo da areia
1,05 m
Controle do nível da lâmina d’água sobre o meio filtrante
Variável
Potência da bomba de recalque
¼ cv
Volume do tanque “reservatório 1”
500,00 L
Volume do tanque “reservatório 2”
18,00 L
Taxa de filtração adotada
1,0 m
3
/m
2
/dia
Fonte: Lopes (2008)
34
3.2 CARREIRAS DE FILTRAÇÃO
A parte experimental do trabalho foi realizada entre março/2008 e fevereiro/2009.
Todas carreiras de filtração (CF) foram operadas com água de poço acrescida de corante
vermelho ponceau 4R (efluente bruto) em duas concentrações (5,4 mg L
-1
e 10,8 mg L
-1
) e
uma única taxa de filtração 1m
3
/m
2
/dia. O tempo de detenção teórico calculado, conforme Di
Bernardo (2003), resulta em 25:17 horas. Todo o procedimento de coleta das amostras,
medição dos piezômetros e análises físico-químicas e biológicas eram realizadas com início
às 07:30 horas, de segunda a sábado.
As carreiras 1, 2, 3 e 4 foram manuseadas com inoculação da biomassa do fungo
apenas no Biofiltro A. Sendo que, a CF2 é réplica da CF1, e a CF4 é réplica da CF3. As
carreiras 5, 6 e 7 possuíram, além dos biofiltros, um RAFD. O Reator foi construído a fim de
verificar a eficiência de remoção de cor de um sistema que não possui leito filtrante de areia,
apenas efluente bruto e biomassa de T. versicolor. Inclusive, as últimas três carreiras, nos três
sistemas de tratamento, foram inoculadas diariamente com 250 mL de cultura líquida da
bactéria Escherichia coli, cuja concentração inicial era de 8x10
6
NMP/100 mL. Durante a
CF7 apenas no Biofiltro B, a profundidade do leito filtrante passou a ter 1,00 m com objetivo
de se obter remoção de 100% de cor.
Antes do início de cada CF era realizada a limpeza dos biofiltros por meio de
raspagem do topo da camada de areia, seguida de agitação e sucção com bomba manual do
Schumutzdecke em suspensão que existia no topo da camada filtrante. Os critérios para
interrupção de cada CF foram estipulados seguindo o que ocorresse primeiro:
(1) Inatividade do T. versicolor por meio de análise da atividade enzimática ( <
100 U L
-1
). E também, uma alíquota da biomassa era coletada de dentro do
filtro e depositada em uma placa de Petri contendo meio BGA. Se não
houvesse início do crescimento do fungo em 2 dias, a CF era interrompida;
(2) Alta perda de carga que ocasionasse filtrado com volume < 200 mL;
(3) CF com mais de 30 dias.
As duas concentrações do corante foram selecionadas a fim de simular uma
contaminação em água de abastecimento e um efluente industrial. A eficiência de remoção foi
determinada pela descoloração verificada nos filtrados dos Biofiltros com e sem fungo e no
RAFD em relação ao efluente bruto. As concentrações de vermelho ponceau 4R aplicadas
podem ser visualizadas no Quadro 3.3.
35
Quadro 3.3 – Concentrações iniciais de corante aplicadas nos sistemas de tratamento estudados
CF
5,4 mg L
-1
ou
0,2 abs em 505 nm
10,8 mg L
-1
ou
0,4 abs em 505 nm
CF1
X
CF2
X
CF3
X
CF4
X
CF5
X
CF6
X
CF7
X
3.3 ÁGUA DE POÇO
A água empregada neste trabalho foi coletada de um poço tubular profundo com
aproximadamente 20 m de profundidade, localizado na Escola de Engenharia Civil da
Universidade Federal de Goiás (EEC-UFG). A água do poço era bombeada e a coleta da água
era realizada após 30 minutos de escoamento livre, conforme realizado por Morgado (2008).
A água era então armazenada em cinco galões de 20L cada um, em condições ambientes, no
Laboratório de Enzimologia da Faculdade de Farmácia- UFG. O prazo estipulado para uso
desta água foi de 30 a 40 dias, ao final deste prazo a água não utilizada foi descartada e então
era realizada outra coleta.
3.4 ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS
Os parâmetros físico-químicos selecionados para controle da qualidade da água de
poço, efluente bruto, sobrenadantes e filtrados foram monitorados no laboratório de
Enzimologia da UFG. As análises foram feitas de acordo com os métodos analíticos propostos
pelo Standard Methods for Examination of Water and Wastewater (APHA, 2004). O perfil da
36
água utilizada no experimento pode ser acompanhado nos trabalhos de Morgado (2008) e
Lopes (2008). Os parâmetros foram: (1) pH, (2) Turbidez, (3) Cor. Para análise quantitativa
da E. coli foi utilizado Colilert.
3.5 CORANTES E PREPARO DO EFLUENTE
O corante empregado no trabalho é largamente utilizado em alimentos (balas,
pirulitos, refrigerantes, entre outros) e medicamentos (xaropes, cápsulas, comprimidos, por
exemplo). O corante vermelho ponceau 4R foi adicionado à água bruta recolhida do poço,
simulando um efluente bruto. Este líquido foi armazenado no tanque reservatório 1 do
experimento para ser bombeado e repassado aos três sistemas de tratamento.
As duas concentrações utilizadas foram determinadas por uma curva de absorção
do corante, curva de calibração e teste de absortividade do corante escolhido. A metodologia
utilizada para determinação de cor artificial foi a espectrofotométrica (APHA et al., 2004). A
realização de varredura foi realizada por Lopes (2008), sendo que o pico de absorção do
vermelho ponceau 4R é 505 nm. Por meio do gráfico da Figura 3.3, pode-se determinar qual o
melhor comprimento de onda nas concentrações de interesse, 5,4 e 10,8 mg L
-1
. As leituras
das cores foram realizadas em 505 nm, obtendo assim as absorções máximas de 0,2 e 0,4 abs,
no comprimento de onda citado (Figura 3.4).
Figura 3.3 – Espectro de varredura do corante vermelho ponceau 4R. Fonte: Lopes (2008)
215
505
0,00
0,20
0,40
0,60
0,80
1,00
1,20
1,40
1,60
1,80
2,00
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
Absorção (abs)
Comprimento de onda (nm)
37
Figura 3.4 – Curva de calibração do corante vermelho ponceau 4R. Fonte: Lopes (2008)
3.6 CAMADA BIOLÓGICA E INOCULAÇÃO DE E. coli
As camadas biológicas de ambos os filtros foram consideradas maduras e os
filtros aptos para iniciar as carreiras de filtração, quando as análises de coliformes totais e E.
coli foram negativas e estáveis, assegurando assim, a eficiência do processo. A quantificação
foi realizada pelo Colilert
®
Quanti-try/2000
TM
IDEXX Campinas, SP, antes do início das
carreiras de filtração.
Nas análises das CF 1, 2, 3 e 4 a verificação da presença de E. coli foram
realizadas a cada semana, enquanto nas CF 5, 6 e 7 foram realizadas duas vezes por semana.
3.6.1 Preparação da solução de bactéria
A metodologia para cultivo de colônias de E. coli foi seguida conforme sugerida
por Fleury (2006). Primeiramente, para se obter a concentração inicial de 8x10
6
NMP/100 mL
de bactéria a ser inoculada na água de estudo, foi calculada a quantidade da solução estoque
usando a Equação (1):
𝐶
1
∗ 𝑉
1
= 𝐶
2
∗ 𝑉
2
(1)
y = 0,0389x - 0,0234
R² = 0,9998
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Absorção ( abs em 505nn)
Concentração mg/L
38
A adição da solução estoque foi realizada em um recipiente de 10 L para facilitar
a homogeneidade da solução de E. coli. Antes de distribuir a solução de bactérias nos frascos,
foi realizada coleta de duas amostras de 100 mL da solução para quantificação da
concentração inicial de bactéria.
3.6.2 Determinação da concentração de Coliformes totais e E. coli
Para identificar e quantificar o número de coliformes totais e E. coli nas amostras
coletadas foi utilizado o método cromogênico, seguindo a rotina patente da Colilert. As
amostras dos filtrados foram coletadas e misturadas ao meio de cultura (Colilert) e
homogeneizadas. Esta solução foi transferida para as cartelas Quanti-Tray e posteriormente
fechadas com auxílio de uma Seladora Quanti-Tray Sealer Modelo 2X. Em seguida, as
cartelas eram incubadas a 35
o
C por 24 horas.
A quantificação dos coliformes totais era feita contando as cavidades da cartela
que adquiriram coloração amarelada após a incubação. Para a determinação de E. coli foram
utilizadas as mesmas cartelas, no entanto eram colocadas sob uma lâmpada ultravioleta
portátil (com comprimento de onda de 360 nm). As cavidades positivas foram aquelas que
apresentaram cor amarela/fluorescente.
Após a contagem das cavidades positivas, foi utilizada a Tabela Quanti-Tray/2000
para determinação do NMP/100 mL dos coliformes totais e E. coli. Todos os procedimentos
foram realizados em ambiente estéril a fim de minimizar riscos de contaminação.
3.6.3 Cultura estoque líquida
A cultura estoque líquida da E. coli ATCC 8739 foi preparada a fim de
contaminar artificialmente o efluente bruto (antes com média de 4 NMP/100 mL), de acordo
com a demanda de tempo de cada carreira de filtração. A cultura estoque líquida foi preparada
a partir de uma cultura estoque congelada de E. coli. Para cada experimento foram preparados
dois erlenmeyers estéreis de 250 mL com 100 mL de TSB cada, inoculados com 8 alçadas da
cultura estoque congelada. Depois de inoculada a solução de TSB, os frascos foram colocados
na estufa de crescimento por 24 horas a 35
o
C.
39
Após este período, erlenmeyers com a solução de E. coli foram retirados da
estufa, e todo o seu conteúdo foi transferido para tubos estéreis de centrífuga, e centrifugados
a 4000 RPM por 30 minutos, formando assim um pellet no fundo de cada tubo. O caldo
precipitado do tubo era descartado e o pellet ressuspenso em 150 mL de meio PBS (tampão
fosfato salino) de 0,01M (Molar), denominada de cultura estoque líquida. A cultura estoque
líquida, ou cultura estoque, continha aproximadamente 15 x 10
8
células/mL.
3.6.4 Quantificação da E. coli na cultura estoque líquida – Método do Pour Plate
Para quantificar a concentração de bactéria E. coli viável na cultura estoque
líquida, foi usado o método do Pour Plate 9215 B do Standard Methods (APHA et al., 2004).
Para plaqueamento de 1 mL de cultura estoque foram feitas no mínimo três diluições, onde foi
considerado que o número de bactérias viáveis estivessem entre 30-300 ufc (unidades
formadoras de colônias) por placa. As diluições foram feitas utilizando 1 mL da cultura
estoque líquida em 9 mL do PBS de 0,01M, resultando na diluição 10
-1
. Desta, retirava-se 1
mL e diluía-se em 9 mL de PBS de 0,01M, que resultava na diluição 10
-2
e assim foram feitas
as diluições sucessivamente até se obter as diluições 10
-6
,10
-7
, 10
-8
e 10
-9
, que foram as
diluições mais utilizadas no experimento. Para cada diluição foram feitas no mínimo três
réplicas. De cada diluição foi retirado um volume de 1 mL e pipetado no centro da placa de
Petri, e recoberto por aproximadamente 15 mL de TSA. Foram feitos movimentos
horizontais, em forma de um oito, para homogeneizar a amostra e o TSA, que após 5 minutos
se solidificava. As placas de Petri eram então tampadas, invertidas e incubadas a 35 ºC por
aproximadamente 24 horas na incubadora. Após este período as colônias viáveis eram
contadas a olho nu.
Todos os materiais usados, placas, erlenmeyers, pipetas e outros, foram
autoclavados a 120 ºC por 20 minutos, e para manipulação de materiais como soluções e meio
de cultura, foi utilizada uma capela de fluxo laminar.
3.6.5 Inoculação de E. coli nos sistemas de tratamento
Durante as CF 5, 6 e 7, foram inoculados diariamente 250 mL de solução de E.
coli em concentração de 8x10
6
NMP/100 mL no Biofiltro A, Biofiltro B e RAFD. As coletas
40
para quantificação de coliformes dos filtrados foram realizadas duas vezes por semana. Tal
procedimento visou contaminar artificialmente o efluente bruto com uma concentração maior
E. coli a fim de simular uma situação possivelmente real de presença de bactéria em efluentes
domésticos. A inoculação de bactéria visou, indiretamente, avaliar a maturidade dos filtros
lentos de acordo com a eficiência de remoção de bactérias.
3.7 FUNGO Trametes versicolor
O fungo utilizado no trabalho pertence à espécie Trametes versicolor CCT 4521,
cedido pela Fundação Tropical André Tosello (Campinas, SP), e faz parte da coleção de
fungos cultivados pelo grupo de pesquisa do Laboratório de Enzimologia da Faculdade de
Farmácia-UFG.
Para manutenção da cepa e utilização do fungo no experimento, os cultivos foram
realizado em placas de Petri contendo meio sólido composto por caldo de batata, glicose e
ágar (BGA) (JAROSZ-WILKOLAZKA et al, 2002) .
Para aplicação do T. versicolor no biofiltro, foi necessária uma otimização da
biomassa para aumentar a eficiência de descoloração do corante. Para isso, ao final dos sete
dias de crescimento, 10 discos de fungo foram transferidos para cada um dos seis erlenmeyers
de 250 mL, contendo meio líquido (estéril), mantidos sob agitação por 16 dias, conforme
proposto por Lopes (2008) modificado.
A produção enzimática do fungo foi estimada através de leituras no
espectrofotômetro, e também para determinar a viabilidade do fungo no biofiltro. No entanto,
quando era constatada baixa atividade enzimática (< 0,100 U L
-1
), parte da biomassa do T.
versicolor era retirada do biofiltro e inoculada em placa de Petri contendo meio de cultura
BGA para crescimento do fungo. Se após dois dias, em condições ambientais, não ocorresse
início de crescimento do fungo, o mesmo era considerado inviável para o sistema. E então a
carreira de filtração era interrompida, seguida de retirada do fungo e limpeza do biofiltro. A
biomassa retirada era autoclavada em 120
o
C durante 15 minutos e depois descartada.
41
3.7.1 Determinação enzimática
Diariamente eram coletados do Biofiltro A, 200 mL do sobrenadante e o mesmo
volume do filtrado. Posteriormente, as amostras eram utilizadas para determinação
enzimática. As metodologias utilizadas para leitura da lacase, manganês peroxidase e lignina
peroxidase são descritas a seguir.
a) Lacase (Lcc): A oxidação do ABTS (έ
525nm
= 36000 mol L
-1
cm
-1
) é conduzida
numa mistura de reação que contenha 0,6 mL do sobrenadante do biofiltro A, 0,2 mL do
tampão acetato de sódio 50 mmol L
-1
( pH 5,0) e 0,1 mL de ABTS 5 mmol L
-1
. A reação se
inicia pela adição do ABTS e a velocidade desta reação foi acompanhada por 5 min, em
temperatura ambiente (25-30
o
C) (SZKLARZ et al., 1989-modificado; BOURBONNAIS e
PAICE, 1990). O branco foi constituído de 0,6 mL do sobrenadante com 0,2 mL do tampão
acetato de sódio 50 mmol L.cm
-1
antes da adição do ABTS.
Uma unidade de atividade enzimática (U) é a quantidade de enzima capaz de
oxidar 1 µmol de substrato por minuto. A atividade da lacase foi calculada conforme proposto
por Leonowicz e Grzynowicz (1981) e expressa em U L
-1
.
b) Lignina-Peroxidase (LiP): A atividade da LiP foi determinada pela oxidação do
álcool veratrílico (έ
310nm
= 93000 mmol L
-1
cm
-1
). A mistura de reação continha 0,6 mL de
sobrenadante do biofiltro A (filtrado ou centrifugado se necessário), 0,2 mL de H
2
O
2
2,0
mmol L
-1
e 0,2 mL de uma solução de álcool veratílico 2,0 mmol L
-1
em tampão de tartarato
de sódio 0,4 mol L
-1
(pH 5,0). A reação é iniciada pela adição de H
2
O
2
e aparecimento do
aldeído veratrílico determinado medindo-se a absorbância a 310 nm. O branco constitui-se da
mistura de reação antes da adição de H
2
O
2
. A atividade de LiP é expressa em U mL
-1
(TIEN e
KIRK, 1984), onde uma unidade de atividade enzimática (U) é a quantidade de enzima capaz
de oxidar 1 µmol de substrato por minuto.
c) Manganês-peroxidase (MnP): A atividade da MnP foi determinada pela
oxidação do vermelho de fenol. A mistura de reação (1,0mL) contém 0,5mL do sobrenadante
do biofiltro ( filtrado ou centrifugado se necessário), 0,1mL de lactato de sódio 0,5 mmol.L
-1
,
0,2 mL de albumina
bovina 0,5%, 0,5 mL de MnSO
4
2,0 mmol.L
-1
, 0,05 mL
de uma solução
de H
2
O
2
2,0 mmol.L
-1
preparada em tampão de succinato de sódio 0,2 mol.L
-1
(pH 4,5) e
0,1mL de vermelho de fenol 0,1%. A mistura foi incubada a 30ºC durante 5 min. em banho-
42
maria Quimis, SP, e a reação interrompida pela adição de 40 µL de NaOH 2,0 mmol.L
-1
. A
absorbância para leitura foi 610nm e a atividade de MnP expressa como ∆Abs/mL.min (
KUWAHARA et al., 1984.). Como branco foi usado 0,5mL do sobrenadante do biofiltro A
inativado por fervura a 100ºC. Para estudo do banco foram feitas análises comparativas
usando solução corante com a mesma absorção do sobrenadante filtrado.
43
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Os resultados e as discussões foram divididos por parâmetro biológico/físico-
químico. Sendo assim, cada subcapítulo apresenta um parâmetro analisado e os valores
mínimos, máximos, médios e sua tendência ao logo de cada experimento. Como mencionado
em Materiais e Métodos item 3.7, as CF eram interrompidas quando era detectada inatividade
do fungo ou quando a perda de carga fosse alta e o volume de filtrado fosse < 200 mL ou
quando durasse mais de 30 dias. Ao final de cada carreira era realizada limpeza dos biofiltros
por meio de raspagem do topo da areia.
Os Biofiltros e Reator Aeróbio de Fluxo Descendente (RAFD) foram manuseados
com taxa de filtração de 1m
3
/m
2
/dia e com efluente bruto (água de poço acrescido de
vermelho ponceau 4R) em duas concentrações de corante: 5,4 mg L
-1
e 10,8 mg L
-1
. A leitura
espectrofotométrica foi realiza em 505 nm (comprimento de onda máximo do corante) e as
concentrações equivalem a 0,2 abs e 0,4 abs, respectivamente.
As CF 1, 2, 3 e 4 foram operadas no intuito de obter descoloração do efluente
bruto com e sem ação da lacase produzida pelo fungo, nos Biofiltros A e B. As CF 5, 6 e 7
foram operadas com os Biofiltros A e B e também com o RAFD. Este foi construído com
objetivo de se verificar qual a contribuição do fungo na descoloração sem a camada biológica
e de areia do biofiltro. Vale ressaltar que o RAFD foi operado nas mesmas condições de taxa
de filtração, vazão, inoculação de fungo e bactéria que os outros biofiltros. Nestas mesmas
carreiras de filtração citadas foram inoculadas colônias de bactéria E. coli nos três
tratamentos.
A CF7 se diferencia das outras por possuir maior profundidade do seu leito
filtrante de areia, o qual passou de 0,90 m para 1,00 m. Esta modificação foi realizada a fim
de obter remoção de 100% do corante.
As amostras foram coletadas diariamente nos sobrenadantes dos biofiltros, no
RAFD e nos recipientes individuais que armazenavam os filtrados. A nomenclatura adotada
referente aos pontos amostrais encontra-se no Quadro 4.1.
44
Quadro 4.1 – Nomenclatura adotada referente aos
pontos amostrais nos sistemas de tratamento estudados
Biofiltro A
Sobrenadante
As
Filtrado
Af
Biofiltro B
Sobrenadante
Bs
Filtrado
Bf
Reator Aeróbio de Fluxo
Descendente
Sobrenadante
Rs
Saída
Rsa
O Quadro 4.2 apresenta as concentrações aplicadas e o tempo de duração de cada
uma das sete carreiras de filtração.
Quadro 4.2 – Carreiras de filtração com as concentrações aplicadas e o respectivo
tempo de duração de cada uma das sete.
CF
5,4 mg L
-1
ou
0,2 abs em 505 nm
10,8 mg L
-1
ou
0,4 abs em 505 nm
Duração
(dias)
CF1
X
29
CF2
X
14
CF3
X
10
CF4
X
19
CF5
X
31
CF6
X
23
CF7
X
30
Onde: CF – carreira de filtração
45
4.1 ATIVIDADE ENZIMÁTICA
As leituras das enzimas LiP e MnP foram zero em todas as sete carreiras de
filtração. Este resultado pode ser ocasionado devido a baixas concentrações das enzimas e/ou
alta diluição destas no biofiltro. Assim, segundo a metodologia aplicada, não foi possível
detectar atividade enzimática alguma da LiP e MnP. Segundo Baldrian (2004) as interações
entre os fungos de degradação branca e outros organismos podem provocar a redução ou até
inibição da atividade da MnP. Baldrian e Snajdr (2006) também não encontraram a enzima
LiP, produzida pelo T. versicolor, em seu trabalho.
Font, Caminal, Cabarel (2006) registraram apenas atividade da enzima lacase, e
encontraram correlação entre diminuição da toxicidade do efluente com a produção de lacase.
Lopes (2008) afirmou que mesmo com a diminuição da concentração de lacase, houve
redução da cor do efluente bruto. Portanto, além da enzima lacase, existem outros fatores
ligados a biodegradação dos corantes aplicados.
Durante as CF 1, 2, 3 e 4 apenas no Biofiltro A foi inoculado o fungo T.
versicolor. Já nas CF 5, 6 e 7 foi inoculado fungo também no RAFD. Os maiores valores de
atividade enzimática encontrados foram no sobrenadante, já que era onde a biomassa do
fungo ficava alojada. Portanto, neste local também foi verificado o início da descoloração de
parte do vermelho ponceau 4R. O t0 refere-se ao dia em que as carreiras foram iniciadas com
adição das biomassas do fungo aos sistemas.
No As de todas CF os maiores valores de atividade enzimática do sobrenadante
estão presentes nos primeiros 8-10 dias. Desde a inoculação da biomassa até o final das
carreiras, pode-se verificar que os valores foram reduzindo exponencialmente. A Tabela 4.1
apresenta os principais valores de atividade enzimática registrados nos sobrenadantes dos
Biofiltros e do RAFD durante todas CF.
46
Tabela 4.1 – Principais valores da atividade enzimática da lacase durante as sete CF
Carreira
Atividade Enzimática (U mL
-1
)
Biofiltro A
Sobrenadante
Filtrado
Máximo
Mínimo
Média
Máximo
Mínimo
Média
CF1
10,380
0,111
1,345
4,278
0,100
0,539
CF2
4,487
0,374
0,938
1,226
0,221
0,677
CF3
1,256
0,159
0,476
0,974
0,179
0,551
CF4
11,843
1,205
3,488
6,028
0,241
1,925
CF5
24,537
0,000
2,264
5,981
0,000
1,137
CF6
22,203
0,083
5,039
18,944
0,000
5,220
CF7
11,824
0,028
3,034
4,472
0,000
1,113
CF7
Biofiltro B
Sobrenadante
Filtrado
Máximo
Mínimo
Média
Máximo
Mínimo
Média
10,481
0,000
2,467
3,898
0,000
0,881
Reator Aeróbio de Fluxo Descendente (RAFD)
Sobrenadante
Filtrado
Máximo
Mínimo
Média
Máximo
Mínimo
Média
CF5
12,231
0,000
1,334
9,472
0,000
1,230
CF6
17,462
0,120
3,351
19,416
0,259
4,981
CF7
11,028
0,000
1,985
9,176
0,000
1,509
Nas CF 1, 2, 3 e 4 a atividade enzimática foi maior durante os primeiros nove dias
de tratamento, após este período a curva entra em declínio até ficar próximo ou abaixo de 100
U mL
-1
. Nas CF 5, 6 e 7 onde foi inoculada E. coli, foi registrado aumento da atividade
enzimática. Segundo Baldrian (2004), a interação do T. versicolor com a bactéria E. coli
promoveu aumento significativo da enzima lacase, em seu trabalho. Ele comprova ainda que a
lacase não inviabiliza a E. coli. A indução do aumento de enzima favoreceu o tratamento, pois
quanto maior concentração de lacase, maior a descoloração. Logo, a média dos valores de
lacase (U mL
-1
) nas quatro primeiras carreiras foi de CF4 (3,478) > CF1 (1,344) > CF2
(0,938) > CF3 (0,476). Nas três últimas, com a bactéria, percebe-se aumento da concentração
de enzimas: CF6 (5,039) > CF7 (3,034) > CF5 (2,264).
47
A lacase não foi removida pela biofiltração, e sim ocorreu percolação da enzima
pela camada de areia. Lopes (2008) não encontrou enzimas no filtrado de nenhum de seus
experimentos. No entanto, no presente estudo ocorreu justamente o contrário, o que
beneficiou o tratamento. Já que, quanto maior o tempo e a superfície de contato das enzimas e
do efluente, maior a degradação dos componentes que desejamos serem removidos.
Nos filtrados das carreiras onde foram inoculadas culturas líquidas de E. coli
também foram registradas maiores concentrações de lacase. No RAFD, a produção enzimática
do fungo apresentou similaridade entre os valores de entrada e saída. Possivelmente, isso
ocorreu pelo fato de não existir a camada filtrante de areia separando fisicamente ambos os
pontos amostrais. Mesmo com o sentido do fluxo ser Rs para Rsa, ocorreu uma miscigenação
do líquido durante o tratamento.
A concentração de lacase é alta, no início das CF, no As do Biofiltro A e do
RAFD, devido ao processo de produção da biomassa antes da inoculação nos filtros. Assim, é
promovida uma adaptação e produção enzimática. Já as amostras dos filtrados das carreiras do
Biofiltro A não apresentam, em algumas carreiras de filtração, um pico inicial de produção de
lacase, mas um pico tardio. Isto sugere uma inibição enzimática ao longo do biofiltro com
uma posterior ativação desta enzima, como mostra o gráfico da produção enzimática na CF6
que diferiu mais das demais por apresentar uma alta produção no filtrado no dia t11.
As Figuras 4.1 a 4.10 apresentam a atividade enzimática do T. versicolor nos
sobrenadantes e filtrados durante as sete CF.
Figura 4.1 – Atividade enzimática referente ao sobrenadante e filtrado do Biofiltro A durante a CF1.
0,000
2,000
4,000
6,000
8,000
10,000
12,000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28
Atividade enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
As
Af
48
Figura 4.2 – Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado do Biofiltro A durante a CF2.
Figura 4.3 – Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado do Biofiltro A durante a CF3.
Figura 4.4 – Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado do Biofiltro A durante a CF4.
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Atividade Enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
As
Af
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Atividade Enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
As
Af
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18
Atividade Enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
As
Af
49
Figura 4.5 – Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado do Biofiltro A durante a CF5.
Figura 4.6 – Atividade enzimática referente a saída do RAFD durante a CF5.
Figura 4.7 – Atividade enzimática referente aos sobrenadante e filtrado no Biofiltro A durante a CF6.
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Atividade enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
As
Af
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Atividade enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
Rs
Rsa
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
Atividade enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
As
Af
50
Figura 4.8 – Atividade enzimática referente à saída do RAFD durante a CF6.
Figura 4.9 – Atividade enzimática referente aos sobrenadantes e filtrados dos Biofiltros A,B durante a
CF7.
Figura 4.10 – Atividade enzimática referente aos sobrenadante e saída do RAFD durante a CF7.
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
Atividade enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
Rs
Rsa
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Atividade enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
As
Af
Bs
Bf
0,000
5,000
10,000
15,000
20,000
25,000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Atividade enzimática (U L
-1
)
Tempo (dias)
Rs
Rsa
51
4.2 COR
No Biofiltro A e no RAFD, a cor encontrada no sobrenadante foi menor que a cor
do efluente bruto em todas carreiras. Esta remoção parcial de cor é justificada pela atuação
das enzimas produzidas pela biomassa presente no sobrenadante do biofiltro. Como foi dito
no subcapítulo 4.1, no Biofiltro A, as enzimas percolaram a camada filtrante de areia e foi
registrada atividade enzimática também nos filtrados e saída do RAFD. Este evento maximiza
a descoloração pelo fato de a lacase permanecer por mais tempo em contato com as
substâncias a serem degradadas. Além do mais, a camada biológica também possui papel
importante na remoção de compostos recalcitrantes, como descrito por Di Bernardo (2003). Já
no Biofiltro B, sem fungo, a cor do sobrenadante manteve-se similar a do efluente bruto. E no
Bf a cor aumentava à medida que a colmatação se elevava. As médias simples de remoção de
cor dos tratamentos foram: (1) Biofiltro A (com T. versicolor) removeu 84,29%, (2) Biofiltro
B removeu 75,58%, e (3) RAFD removeu 31,11% de cor.
Segundo Lopes (2008), foi verificado que a descoloração continuou mesmo
quando a produção de enzimas lacase já havia sido diminuída, e que os maiores percentuais
de remoção de cor haviam sido no início das carreiras de filtração. Seguindo este mesmo
raciocínio, no presente trabalho pode-se verificar semelhante situação.
Na CF1 ocorreu uma particularidade não registrada nas demais carreiras. Ao se
comparar os Biofiltros A e B, averigua-se que em B a remoção de cor foi superior a filtração
que continha o T. versicolor. Possivelmente os microrganismos presentes na camada
biológica do Biofiltro B estivessem mais maduros e viáveis do que no Biofiltro A. Assim, eles
puderam remover maior quantidade de corante. A Figura 4.11 apresenta a remoção de cor da
CF1. Segundo Hendel et al. (2001) os filtros lentos por possuírem atividade biológica e
também produção de enzimas, seriam responsáveis ainda pela decomposição de matéria
orgânica em compostos menos complexos.
52
Figura 4.11 – Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A e B durante a CF1.
Nas demais carreiras, o maior percentual de descoloração ocorreu no Biofiltro que
continha a biomassa do T. versicolor (Figuras 4.12 a 4.17). No trabalho de Heinfling,
Bergbauer, Szewzyk (1997) o fungo T. versicolor foi capaz de descolorir corantes azo e de
reduzir a toxicidade dos mesmos. Este autor ressalta ainda que devido à inespecificidade do
sistema lignolítico dos fungos de degradação branca, corantes de outras classes de estruturas
também podem ser degradados. Kim et al. (2004) sugere que a aplicação de fungos associada
a filtração lenta pode ser mais eficaz na remoção de toxicidade e carbono orgânico total, do
que apenas degradação por fungos seguida de filtração por membrana, como ele havia feito
em seu trabalho.
O Biofiltro A associado com o T. versicolor promoveu melhora na eficiência de
remoção de corante. No entanto, a presença do fungo e sua produção de metabólitos geraram
aumento da turbidez do filtrado, o que influenciou na leitura e no aumento da cor. A tendência
da cor é ser crescente com o passar dos dias em uma CF. No As a média simples de remoção
nas CF 1, 2, 3 e 4 foi de 81,97%. E nas carreiras onde foram inoculadas E. coli, a média foi de
87,39% de remoção de cor. A Tabela 4.2 apresenta os valores máximos, mínimos e médios de
remoção de cor dos Biofiltros A, B e RAFD dos filtrados em relação ao efluente bruto.
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
60,00
70,00
80,00
90,00
100,00
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
Remoção de cor (%)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
53
Figura 4.12 – Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A e B durante a CF2.
Figura 4.13 – Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A e B durante a CF3.
Figura 4.14 – Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A e B durante a CF4.
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
60,00
70,00
80,00
90,00
100,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
Remoção de cor (%)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
60,00
70,00
80,00
90,00
100,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Remoção de cor (%)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
0,00
20,00
40,00
60,00
80,00
100,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
Remoção de Cor (%)
Tempo (dias)
Biofiltro B
Biofiltro A
54
Figura 4.15 – Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A, B e RAFD durante a CF5.
Figura 4.16 – Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A, B e RAFD durante a CF6.
A diferença de remoção de cor do Biofiltro B, com maior profundidade de leito
filtrante, não foi significativa em relação ao Biofiltro A, com menor quantidade de areia
(Teste t-Student, capítulo 4.5). O objetivo de induzir a remoção de 100% de cor com aumento
do leito filtrante não foi alcançado. Logo, sugere-se adotar a menor profundidade (0,90 m) no
intuito de reduzir gastos de uma possível construção de um sistema de biofiltração de areia.
-100,00
-80,00
-60,00
-40,00
-20,00
0,00
20,00
40,00
60,00
80,00
100,00
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
29
Remoção de cor (%)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
RAFD
-40,00
-20,00
0,00
20,00
40,00
60,00
80,00
100,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
Remoção de cor (%)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
RAFD
55
Figura 4.17 – Percentual de remoção de cor dos Biofiltros A, B e RAFD durante a CF7.
Tabela 4.2 – Valores máximos, mínimos e médios de percentual de remoção de cor nos três sistemas
de tratamento estudados.
Carreira
Remoção de Cor (%)
Biofiltro A
Biofiltro B
Máximo
Mínimo
Média
Máximo
Mínimo
Média
CF1
90,86
55,27
77,02
94,47
89,34
93,27
CF2
95,00
79,69
86,85
79,50
75,25
77,26
CF3
95,44
50,25
77,90
79,49
46,75
66,77
CF4
99,20
62,66
86,11
93,44
59,46
80,99
CF5
95,00
32,30
73,81
62,75
32,50
46,40
CF6
98,25
92,65
95,26
97,25
88,60
91,65
CF7
96,50
89,48
93,12
91,93
2,91
72,73
Reator Aeróbio de Fluxo Descendente (RAFD)
CF5
47,44
0
13,77
CF6
89,87
0
46,31
CF7
60,25
8,41
33,27
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
29
Remoção de cor (%)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
RAFD
56
4.3 PERDA DE CARGA
A perda de carga foi monitorada diariamente em ambos os biofiltros. No primeiro
dia de cada carreira de filtração, os biofiltros limpos possuíam baixos valores de perda de
carga. Di Bernardo (1993) afirma que a tendência é de que com o passar do tempo, a perda de
carga se torne acentuada devido à retenção de impurezas. No entanto, o comportamento do
Biofiltro com T. versicolor foi diferente ao do Biofiltro sem fungo.
A perda de carga do Biofiltro A, após a inoculação da biomassa do T. versicolor,
aumentava e mantinha-se acima de 20 cm, em média, após dos 3-4 primeiros dias. Depois
deste prazo, os valores tenderam a aumentar. No Biofiltro B, sem fungo, a perda de carga
manteve-se entre 03 e 25 cm ao longo de todo o experimento. Estes valores não indicaram
colmatação em nenhuma carreira de filtração.
Nas CF 2, 3 e 6, o motivo da interrupção da carreira foi a alta perda de carga
seguida de baixo volume de filtrado. Nas CF 1, 4, 5 e 7, o motivo foi a baixa produção
enzimática e inviabilidade do T. versicolor. A Tabela 4.3 apresenta os valores máximos,
mínimos, médios da perda de carga durante as carreiras. As Figuras 4.18 a 4.24 mostram os
comportamentos de perda de carga encontrados nos biofiltros.
Tabela 4.3 – Valores máximos, mínimos, média e tendência da perda de carga referente a
cada carreira de filtração.
Carreira
Perda de Carga (cm)
Biofiltro A
Biofiltro B
Máximo
Mínimo
Média
Máximo
Mínimo
Média
CF1
39,00
15,00
24,00
18,00
11,00
16,07
CF2
52,00
00,00
40,00
07,00
03,50
05,03
CF3
48,00
10,00
27,22
13,00
09,00
11,55
CF4
50,00
11,00
36,05
25,00
10,00
14,83
CF5
40,00
10,00
25,06
17,00
08,00
12,33
CF6
54,00
10,00
31,13
18,00
08,00
11,36
CF7
36,00
10,00
26,17
52,00
20,00
43,75
57
Figura 4.18 – Perda de carga dos biofiltros durante a CF1.
Figura 4.19 – Perda de carga dos biofiltros durante a CF2.
Figura 4.20 – Perda de carga dos biofiltros durante a CF3.
0
10
20
30
40
50
60
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28
Perda de Carga (cm)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
0
10
20
30
40
50
60
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Perda de Carga (cm)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
0
10
20
30
40
50
60
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Perda de Carga (cm)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
58
Figura 4.21 – Perda de carga dos biofiltros durante a CF4.
Figura 4.22 – Perda de carga dos biofiltros durante a CF5.
Figura 4.23 – Perda de carga dos biofiltros durante a CF6.
0
10
20
30
40
50
60
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18
Perda de Carga (cm)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
0
10
20
30
40
50
60
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Perda de Carga (cm)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
0
10
20
30
40
50
60
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
Perda de carga (cm)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
59
Figura 4.24 – Perda de carga dos biofiltros (ambos com T. versicolor) durante a CF7.
0
10
20
30
40
50
60
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
29
Perda de carga (cm)
Tempo (dias)
Biofiltro A
Biofiltro B
60
4.4 pH
O pH do efluente bruto era neutro-alcalino, assim como ocorreu no Biofiltro B.
No entanto, o T. versicolor produz metabólitos, inclusive ácidos, para tornar o
meio ótimo para atuação das enzimas. Logo, a presença da biomassa influenciou diretamente
nos valores de acidez encontrados nos sobrenadante e filtrado do Biofiltro A. Durante,
aproximadamente, os 10 primeiros dias de todas carreiras, o pH manteve-se ácido (entre 4,0 e
5,0). Após este período, a tendência do pH era se elevar até se aproximar dos valores (neutros-
alcalinos) encontrados no efluente bruto.
Estes valores ácidos foram registrados concomitantemente com os maiores
valores de atividade enzimática da lacase. Segundo Mougin et al. (2003), uma das limitações
da atividade da lacase é o pH ácido. Segundo Garcia et al. (2007), a enzima lacase tem
reações diferentes de acordo com o pH e substratos estudados. Benito, Miranda e Santos
(1997) registraram que a produção de lacase pelo fungo e degradação do corante eram
iniciados quando o pH esteve baixo e a cor foi reduzida.
Assim, à medida que ocorria declínio da produção de lacase e inviabilidade do
fungo, o pH passava de ácido para alcalino. Logo, observa-se que quanto menor o pH, maior a
produção enzimática e maior é a descoloração.
O comportamento do pH no RAFD foi similar ao encontrado no Biofiltro A. A
presença do T. versicolor induziu a adequação do pH ótimo para atividade enzimática. No
entanto, os valores do sobrenadante e da saída foram similares devido a uma homogeneidade
do meio. Assim, com o declínio da atividade enzimática, o meio volta a se tornar neutro e
levemente alcalino.
A presença de E. coli estimulou a maior produção de lacase, mas tornou o meio
mais básico, que pode ter interferido na estabilidade da enzima. Apesar da atividade da
enzima ter se mantido bastante elevada.
A Tabela 4.4 apresenta os valores máximos, mínimos, médios e a tendência do pH
durante as carreiras. As Figuras 4.25 a 4.31 mostram os comportamentos dos valores de pH
durante as carreiras.
61
Tabela 4.4 – Valores máximos, mínimos, média e tendência do pH referente aos filtrados de cada
carreira de filtração.
Carreira
pH
Biofiltro A
Biofiltro B
Tendência
Máximo
Mínimo
Média
Tendência
Máximo
Mínimo
Média
CF1
Crescente
6,84
4,53
6,27
Estável
6,99
6,70
6,81
CF2
Crescente
6,45
5,15
5,61
Estável
6,63
6,47
6,55
CF3
Crescente
6,69
5,73
6,16
Estável
6,95
6,85
6,88
CF4
Crescente
6,23
4,21
5,13
Estável
6,75
6,03
6,45
CF5
Crescente
7,56
4,71
6,39
Estável
7,54
6,35
6,90
CF6
Crescente
8,07
6,03
7,11
Estável
6,87
6,51
6,71
CF7
Crescente
7,02
4,99
6,36
Estável
7,13
4,75
6,15
Reator Aeróbio de Fluxo Descendente (RAFD)
CF5
Crescente
7,20
4,54
6,06
CF6
Crescente
7,38
6,46
6,84
CF7
Crescente
6,92
4,48
6,17
Figura 4.25 – pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF1.
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
pH
Tempo (dias)
Af
Bf
62
Figura 4.26 – pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF2.
Figura 4.27 – pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF3.
Figura 4.28 – pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF4.
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
pH
Tempo (dias)
Af
Bf
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
pH
Tempo (dias)
Af
Bf
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
pH
Tempo (dias)
Af
Bf
63
Figura 4.29 – pH dos filtrados dos biofiltros durante a CF5.
Figura 4.30 – pH dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF6.
Figura 4.31 – pH dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF7.
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
29
pH
Tempo (dias)
Af
Bf
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
pH
Tempo (dias)
Af
Bf
Rsa
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
29
pH
Tempo (dias)
Af
Bf
Rsa
64
4.5 Turbidez
Segundo Di Bernardo (1993) o valor máximo de turbidez para aplicação de água
bruta na filtração lenta deve ser 10 uT, caso contrário deve-se adotar primeiro um pré-
tratamento (por exemplo, pré-filtro dinâmico) para redução dos sólidos suspensos. No
presente trabalho os valores de turbidez ficaram dentro do limite aplicável na biofiltração.
Segundo Tripathi, Harsh, Gupta (2007), os fungos produzem vários tipos de
metabólitos, tais como ácido cítrico, proteínas homogêneas e proteínas heterogêneas. No
presente estudo, tais metabólitos juntamente com o ágar (parcialmente dissolvido) proveniente
da biomassa provocaram o aumento dos valores de turbidez. Consequentemente, a leitura de
cor também ficou comprometida devido a estes altos valores. Desta forma, no Biofiltro A
foram encontrados maiores valores de turbidez do que no Biofiltro B. Este fato ocorreu
devido à produção de substâncias, pelo fungo, que provocaram turvação do efluente bruto e
do filtrado.
No filtrado do Biofiltro A pode-se perceber redução da turbidez quando
comparado ao sobrenadante. Logo, conclui-se que os microrganismos da camada biológica
foram os responsáveis pela digestão do material responsável pela turvação do líquido
sobrenadante. O mesmo não ocorreu no RAFD, já que não existe leito filtrante e muito menos
Schmutzdecke. No sobrenadante e saída do RAFD os valores são similares, indicando que os
metabólitos e o ágar provenientes da biomassa saem intactos do reator. Assim, a tendência da
curva do filtrado é decrescente, já que a turbidez vai diminuindo com o tempo, e na medida
em que ocorre redução da produção enzimática.
Os maiores valores de turbidez encontrados no Biofiltro A coincidem com os
maiores valores de atividade enzimática, de perda de carga e também com os menores valores
de pH. A Tabela 4.5 e as Figuras 4.32 a 4.37 apresentam os valores de turbidez encontrados
nos filtrados dos Biofiltros A e B, e RAFD, durante as carreiras.
65
Tabela 4.5 – Valores máximos, mínimos, média de turbidez dos filtrados dos três sistemas de
tratamentos referentes a cada carreira de filtração.
Carreira
Turbidez (uT)
Biofiltro A
Biofiltro B
Máximo
Mínimo
Média
Máximo
Mínimo
Média
CF1
1,58
0,34
1,67
0,56
0
0,21
CF2
3,29
1,52
2,19
0,99
0,23
0,43
CF4
3,50
1,69
2,29
0,31
0
0,06
CF5
4,79
0,84
2,65
1,26
0,26
0,83
CF6
2,08
0
1,09
0,87
0,45
0,62
CF7
3,55
1,21
2,20
4,54
0,69
1,75
Reator Aeróbio de Fluxo Descendente (RAFD)
CF5
36,20
1,93
7,91
CF6
46,53
5,06
13,84
CF7
7,50
3,45
4,92
Figura 4.32 – Turbidez dos filtrados dos biofiltros durante a CF1.
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
23
25
27
Turbidez (uT)
Tempo (dias)
Af
Bf
66
Figura 4.33 – Turbidez dos filtrados dos biofiltros durante a CF2.
Figura 4.34 – Turbidez dos filtrados dos biofiltros durante a CF4.
Figura 4.35 – Turbidez dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF5.
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
Turbidez (uT)
Tempo (dias)
Af
Bf
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
Turbidez (uT)
Tempo (dias)
Af
Bf
0
10
20
30
40
50
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Turbidez (uT)
Tempo (dias)
Af
Bf
Rsa
67
Figura 4.36 – Turbidez dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF6.
Figura 4.37 – Turbidez dos filtrados dos biofiltros e do RAFD durante a CF7.
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
1
3
5
7
9
11
13
15
17
19
21
Turbidez (uT)
Tempo (dias)
Af
Bf
Rsa
0
10
20
30
40
50
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30
Turbidez (uT)
Tempo (dias)
Af
Bf
Rsa
68
4.6 Coliformes Totais e E. coli
Tangerino e Di Bernardo (2005) concluíram em seus estudos que a remoção de
coliformes totais em filtros lentos é de 81 a 100%. Di Bernardo (1993) e Murtha e Heller
(2003) verificaram que a remoção de microrganismos ocorre principalmente nos primeiros
0,30-0,40 cm iniciais de areia. Brito et al. (2005) comprova em seu trabalho que os filtros
lentos maduros podem remover acima de 90% de E. coli quando a Schumutzdecke está
madura.
Os testes que apresentaram resultados negativos não afirmam inexistência total de
microrganismos. Nos filtrados de ambos os biofiltros foram realizadas análises semanais, e
nas CF 1, 2, 3 e 4 e todas apresentaram resultados <1 NMP/100 mL. Tal resultado indica que
a camada biológica dos biofiltros esteve madura suficiente para remover 99,99% de bactérias
e parte do corante estudado.
A partir da CF5 foram inoculados 250 mL diários de 8x10
6
NMP/100 mL de E.
coli em cada um dos três tratamentos. As análises foram realizadas duas vezes por semana,
totalizando oito. Na CF5 o Af e Bf apresentaram valores <1 NMP/100 mL. Já a saída do
RAFD apresentou valores entre 182,0 e 137,0 NMP/100 mL de E. coli. Para coliformes totais
os valores também foram <1 NMP/100 mL.
Na CF6 foram realizadas análises, para coliformes totais o resultado foi <1
NMP/100 mL. Para E. coli, no Af e Bf foram encontrados valores máximos de 4 e mínimos
de 2 NMP/100 mL. Já na saída do RAFD os valores foram de 84,9 a 30,9 NMP/100 mL de E.
coli.
Na CF7 foram realizadas nove análises, foram encontrados 2 NMP/100 mL de
coliformes totais apenas na saída do RAFD. Os valores de E. coli para Af e Bf foram <1
NMP/100 mL. No entanto, para a saída do RAFD os valores ficaram entre 34,5 e 194,8
NMP/100 mL de E. coli.
69
4.7 COMPARAÇÕES ENTRE AS CARREIRAS DE FILTRAÇÃO
4.7.1 Comparação entre CF1 x CF2 x CF5
4.7.1.1 Parâmetro biológico
As carreiras de filtração 1, 2 e 5 operaram com a mesma concentração de corante
vermelho ponceau 4R (5,4 mg L
-1
ou 0,2 abs em 505 nm), no entanto, a CF5 foi inoculada
com E. coli. Assim, as três tiveram comportamentos diferentes. A Tabela 4.8 apresenta os
valores médios de cada parâmetro analisado nos filtrados segundo cada carreira de filtração.
A atividade enzimática dos sobrenadantes foi maior devido a presença da
biomassa estar alojada neste local. Já a CF5 foi a que obteve maior concentração de enzimas,
tanto no sobrenadante quanto no filtrado, devido à indução da produção de lacase pela
presença de bactérias E. coli no meio. As bactérias e o fungo interagiram no sobrenadante,
assim como ocorre naturalmente no meio ambiente. No entanto, esta interatividade foi
benéfica ao tratamento, pois quanto maior a atividade enzimática, maior a descoloração
(Tabela 4.6).
Tabela 4.6 – Valores médios da atividade enzimática ocorrida nos sobrenadantes e filtrados dos
Biofiltros e do Reator Aeróbio de Fluxo Descendente durante as carreiras de filtração 1, 2 e 5
CF1
CF2
CF5
As
Af
As
Af
As
Af
Rs
Rsa
Atividade
enzimática
(U L
-1
)
1,345
0,539
0,938
0,677
2,264
1,137
1,334
1,231
Onde: “CF”: carreira de filtração. “As”: sobrenadante do Biofiltro A; “Af”: filtrado do Biofiltro A;
“Rs”: sobrenadante do RAFD; “Rsa”: saída do RAFD.
4.7.1.2 Parâmetros físico-químicos
A perda de carga média no Biofiltro A manteve-se acima de 24 cm nas três CF
analisadas. Enquanto que no Biofiltro B o maior valor médio foi de 16,07 cm. Assim, ressalta-
se que a produção de metabólitos e enzimas pelo T. versicolor influenciaram no início
prematuro da colmatação do biofiltro. Isto ocorreu devido a precipitação destas substâncias no topo
da camada de areia, assim, impedindo passagem do efluente pelo filtro. Este fato ocorreu
70
aproximadamente nos primeiros 12 dias de operação em todas CF, sendo que no restante dos
dias a perda de carga diminuiu pouco, mas mesmo assim manteve-se alta até o fim das CF.
O aumento da perda de carga é esperado em todo tipo de filtração lenta, já que as
impurezas do efluente bruto tendem a entupir a areia, principalmente nos centímetros iniciais
do topo da camada filtrante. Assim, ocorria limpeza dos biofiltros nos intervalos entre as
carreiras. Murtha e Heller (2003) concluíram em seu trabalho que a perda de carga nos
biofiltros convencionais ocorre principalmente nos 5 cm iniciais do leito filtrante.
A média da cor aparente do filtrado do Biofiltro A permaneceu entre 0,02 e 0,05
abs. Por outro lado, a cor aparente do Biofiltro B oscilou entre 0,01 e 0,10 abs. E a média do
RAFD foi de 0,16 abs. O uso da filtração lenta concomitante com o fungo T. versicolor foi
responsável pela redução de até 86,85% de descoloração no Biofiltro A. Já no Biofiltro B,
sem fungo, a descoloração chegou ao máximo de 93,27% na CF1. Este resultado contradiz
com a literatura que relata que a remoção de cor verdadeira associada ao carbono orgânico
dissolvido (COD) ou às substâncias húmicas pelos filtros lentos, tem sido questionadas ou
relatadas como baixa e em torno de 25-30% (TANGERINO e Di BERNARDO, 2005). Várias
pesquisas vêm sendo realizadas para melhorar a eficiência de remoção de cor, como a
utilização de carvão ativado em camada intermediária do biofiltro ou com a aplicação de
ozônio na água bruta. Este fato não voltou a ocorrer durante a CF2 (77,26%) e CF5 (46,40%).
Esta alta descoloração na CF1 pelo Biofiltro B pode ter ocorrido devido a uma maior
maturidade da camada biológica em relação ao Biofiltro A. O RAFD, por ser desprovido de
camada filtrante, removeu apenas 18,47% de cor.
O pH médio dos Biofiltros A e B, e do RAFD permaneceram na faixa de 6. No
entanto, averiguou-se que ao decorrer das carreiras de filtração, principalmente até
aproximadamente o 12º dia de operação, o pH no Biofiltro A tendeu a permanecer ácido. O
fungo T. versicolor produz substâncias que acidificam o meio para torná-lo propício para
atividade enzimática. Por outro lado, com o declínio da produção de enzimas, os valores de
pH foram aumentando gradativamente até se tornarem similares aos do Biofiltro B e efluente
bruto. Este fato ocorreu também no RAFD, já que nos picos de atividade enzimática do meio
estiveram ácidos, e durante o declínio da viabilidade do fungo, o pH foi alterando e
permanecendo similar ao do efluente bruto. Na CF5, onde ocorreu inoculação de E. coli,
verificou-se aumento da alcalinidade nos sobrenadantes e filtrados dos Biofiltros. Isto pode ter
provocado instabilidade nas moléculas de lacase, que ao contrário do meio, possuem pH
ótimo ácido, ou seja, a descoloração poderia ter sido melhor se a água não estivesse tendendo
a neutralidade.
71
As médias de turbidez do Biofiltro A e RAFD permaneceram altas quando
comparadas com o Biofiltro B. Os metabólitos produzidos pelo fungo podem ter sido
degradados pela camada biológica do filtro lento. Assim, ao percolar pela camada filtrante e
sair no filtrado, a turvação se manteve alta. Entretanto, no Biofiltro B a turbidez manteve-se
sempre abaixo de 1 uT. No RAFD a turbidez foi acima de 7 uT, pois o líquido dentro do
sistema era mantido homogêneo, não havendo grandes diferenças entre o líquido da entrada
(sobrenadante) e da saída. Fato este justificado devido ao sistema não possuir barreira física
entre os pontos amostrais.
Os valores médios dos parâmetros físico-químicos analisados encontram-se na
Tabela 4.7.
Tabela 4.7 – Valores médios dos parâmetros físico-químicos encontrados nos filtrados dos
Biofiltros e do RAFD durante as carreiras de filtração 1, 2 e 5
Parâmetros
CF1
CF2
CF5
Af
Bf
Af
Bf
Af
Bf
Rsa
Perda de carga (cm)
24
16,07
40,42
5,03
25,06
12,33
-
Cor (abs)
0,04
0,01
0,02
0,04
0,05
0,10
0,16
Descoloração (%)
77,02
93,27
86,85
77,26
73,81
46,40
18,47
pH
6,27
6,81
5,61
6,55
6,39
6,90
6,06
Turbidez (uT)
1,67
0,21
2,19
0,43
2,65
0,85
7,91
72
4.7.2 Comparação entre as CF3 x CF4 x CF6 x CF7
4.7.2.1 Parâmetro biológico
As carreiras de filtração 3, 4, 6 e 7 operaram com a mesma concentração de
corante vermelho ponceau 4R (10,8 mg L
-1
ou 0,4 abs em 505 nm). As CF6 e 7 contaram com
a presença do RAFD e ainda, inoculação de E. coli. A CF7 possuiu também inoculação de
Trametes versicolor no Biofiltro B, e possuiu camada filtrante mais profunda (1,00 m) a fim
de remover 100% de cor.
A ordem crescente das médias das concentrações de enzimas lacase foi CF3 <
CF7 < CF4 < CF6. Isto se deu devido à presença da bactéria E. coli ter estimulado o aumento
da produção enzimática do T. versicolor. Baldrian (2004) promoveu a suplementação de
cultura de T. versicolor com bactérias E. coli e percebeu aumento significante na produção de
lacase pelo fungo. Deste modo, a inoculação de E. coli também induziu o aumento da
atividade enzimática nas CF6 e 7 (Tabela 4.8).
Wong e Yu (1999) afirmaram que a principal enzima do T. versicolor,
responsável pela descoloração de corantes sintéticos de diferentes estruturas químicas é a
lacase. No entanto, afirmam ainda que muitos corantes, tais como azo e índigo, não são
substratos para a lacase, e a degradação deles depende da presença de pequenas moléculas de
metabólitos. Logo, os substratos como corantes dos efluentes industriais podem mediar a
interação entre a lacase e os corantes não-substratos assim como as pequenas moléculas
metabólicas, e a descoloração destes últimos corantes é significativamente melhorada por tal
mecanismo.
Tabela 4.8 – Valores médios da atividade enzimática ocorrida nos sobrenadantes e filtrados dos
Biofiltros e do RAFD durante as carreiras de filtração 3, 4, 6 e 7
CF3
CF4
CF6
CF7
Parâmetro
As
Af
As
Af
As
Af
Rs
Rsa
As
Af
Bs
Bf
Rs
Rsa
Atividade
enzimática
(U L
-1
)
0,476
0,551
3,49
1,92
4,97
5,22
3,35
4,98
3,03
1,11
2,46
0,88
1,98
1,50
73
4.4.2.2 Parâmetros físico-químicos
A perda de carga nos Biofiltros A e B (CF7) foram maiores do que no Biofiltro B
sem fungo. A presença da biomassa do T. versicolor induziu rapidamente a colmatação do
leito filtrante, já que seus metabólitos podem preencher os espaços vazios entre os grãos de
areia. Tais metabólitos percolaram pela areia e foram também responsáveis pela turvação do
filtrado.
A cor do filtrado do Biofiltro adicionado de T. versicolor possuiu menor cor,
juntamente com os maiores valores de descoloração. A maturidade das camadas biológicas de
ambos biofiltros também é um fator que não pode ser esquecido, já que a média de eficiência
de remoção de cor no Biofiltro B sem fungo foi acima de 66% nas CF aqui abordadas. Logo,
o RAFD apresentou os menores valores de descoloração, por principalmente não possuir leito
filtrante de areia e contribuição da camada biológica do biofiltro.
O pH das CF3 e 4 do Biofiltro A foram inferiores as demais carreiras de filtração.
O fungo T. versicolor produz substâncias ácidas que tornam o meio propício para a atividade
enzimática. No entanto, a CF6 e 7 possuíram valores tendendo a neutralidade nos três
sistemas de tratamento. Este fato pode ter sido devido a presença da bactéria E. coli inoculada
nos sobrenadantes.
A turbidez verificada no Biofiltro B das CF3, 4 e 6 foram inferiores a 1 uT, assim
como é esperado para um sistema de filtração lenta convencional. Já no Biofiltro A, RAFD e
Biofiltro B na CF7, os valores de turbidez ficaram acima de 1,76 uT. Esta turvação pode ter
sido resultado de percolação de metabólitos produzidos pelo fungo. E no RAFD estes valores
foram altos devido a homogeneidade do meio líquido presente.
Os valores médios dos parâmetros físico-químicos analisados encontram-se na
Tabela 4.9.
74
Tabela 4.9 – Valores médios dos parâmetros físico-químicos encontrados nos filtrados dos Biofiltros e
do RAFD durante as carreiras de filtração 3, 4, 6 e 7
Parâmetros
CF3
CF4
CF6
CF7
Af
Bf
Af
Bf
Af
Bf
Rsa
Af
Bf
Rsa
Perda de carga (cm)
27,22
11,55
36,05
14,83
31,13
11,36
-
26,17
43,75
-
Cor (abs)
0,08
0,13
0,05
0,07
0,02
0,03
0,21
0,02
0,05
0,26
Descoloração (%)
77,91
66,78
86,12
79,82
95,26
91,65
48,08
93,12
87,10
33,27
pH
6,16
6,88
5,13
6,45
7,11
6,71
6,84
6,36
6,16
6,18
Turbidez (uT)
-
-
2,29
0,06
1,09
0,62
13,8
2,20
1,76
4,93
75
4.8 ANÁLISE ESTATÍSTICA PARA COMPARAÇÃO ENTRE AS MÉDIAS DE
DESCOLORAÇÃO ENTRE OS BIOFILTROS (A E B) E RAFD
Segundo Mendham et al. (2002) utiliza-se o teste estatístico Teste t de Student
para comparar a média e a precisão do novo método que está sendo testado com o método
tradicional. Neste estudo, a hipótese adotada é de que existe uma diferença significativa entre
a descoloração dos três tratamentos: (1) Biofiltro A (com T. versicolor), (2) Biofiltro B (sem
fungo) e (3) Reator Aeróbio de Fluxo Descendente. A Tabela 4.12 do Anexo I apresenta o
Teste de Aderência Kilogov-Smimov para comprovação ou não de normalidade das variáveis.
Com este teste pode-se definir qual método será utilizado, sendo que para variáveis pelas
quais tenham distribuição normal, utilizam-se testes paramétricos, e onde não for, utilizam-se
testes não-paramétricos. Logo, foi calculado Teste t-Student para dados pareados e Teste de
Wilcoxon para os demais não-pareados.
Todas análises foram calculadas com 95% de intervalo de confiança e nível de
significância de p<0,05.
A Tabela 4.10 apresenta a média, desvio padrão e intervalo de confiança da média
da purificação relativa das amostras das CF 1, 2, 3 e 4 e por ponto de amostragem. Nestas
carreiras apenas a 1 não apresentou variáveis normais, as demais, sim. Todas estas carreiras
possuíram diferença significativa entre a descoloração do Biofiltro A e B.
76
Tabela 4.10 – Média, Desvio Padrão e Intervalo de Confiança da Média da Purificação Relativa das
amostras das CF 1, 2, 3 e 4 e por ponto de amostragem nos biofiltros.
Carreira de Filtração / Local
Média
Desvio
Padrão
IC média (95%)
p
Mínimo
Máximo
CF 1
Sobrenadante do Biofiltro A
11,48
5,07
9,52
13,44
Sobrenadante do Biofiltro B
1,51
1,44
0,96
2,07
< 0,001
*
Filtrado do Biofiltro A
77,02
10,64
72,90
81,15
Filtrado do Biofiltro B
93,27
1,30
92,77
93,78
< 0,001
CF 2
Sobrenadante do Biofiltro A
15,79
6,42
11,91
19,68
Sobrenadante do Biofiltro B
5,19
1,53
4,27
6,12
< 0,001
Filtrado do Biofiltro A
86,85
5,00
83,83
89,87
Filtrado do Biofiltro B
77,27
1,42
76,41
78,13
< 0,001
CF 3
Sobrenadante do Biofiltro A
25,43
16,27
12,92
37,94
Sobrenadante do Biofiltro B
1,52
0,77
0,93
2,11
0,002
Filtrado do Biofiltro A
77,91
17,22
64,67
91,14
Filtrado do Biofiltro B
66,78
14,36
55,75
77,82
< 0,001
CF 4
Sobrenadante do Biofiltro A
37,63
11,20
32,06
43,20
Sobrenadante do Biofiltro B
10,06
2,01
9,07
11,06
< 0,001
Filtrado do Biofiltro A
86,45
10,21
81,37
91,53
Filtrado do Biofiltro B
81,41
10,07
76,40
86,42
0,017
Teste t-Student para dados pareados;
*
Teste de Wilcoxon
77
A Tabela 4.11 apresenta os valores de média, desvio padrão e intervalo de
confiança da média da purificação relativa das amostras das CF 5, 6 e 7 e por ponto de
amostragem nos biofiltros e no RAFD. A CF5 foi a única que não apresentou normalidade.
Entre si, todas as carreiras apresentaram diferença significativa de descoloração.
Tabela 4.11 – Média, Desvio Padrão e Intervalo de Confiança da Média da Purificação Relativa das
amostras das CF 5, 6 e 7 e por ponto de amostragem nos biofiltros e no RAFD.
Carreira de Filtração / Local
Média
Desvio
Padrão
IC média (95%)
p
Mínimo
Máximo
CF 5
Sobrenadante do Biofiltro A
A *
39,96
27,10
29,85
50,08
Sobrenadante do Biofiltro B
B *
5,48
3,03
4,35
6,61
< 0,001
Sobrenadante do RAFD
B *
5,51
16,63
-0,70
11,72
Filtrado do Biofiltro A
A *
73,82
19,82
66,42
81,21
Filtrado do Biofiltro B
46,40
9,60
42,82
49,99
< 0,001
Saída do RAFD
C *
13,77
25,89
4,10
23,44
CF 6
Sobrenadante do Biofiltro A
A
62,08
8,51
58,31
65,85
Sobrenadante do Biofiltro B
B
2,78
0,80
2,43
3,14
< 0,001
Sobrenadante do RAFD
C
46,63
16,36
39,37
53,88
Filtrado do Biofiltro A
A
95,26
1,77
94,48
96,05
Filtrado do Biofiltro B
B
91,65
2,29
90,64
92,67
< 0,001
Saída do RAFD
C
46,32
28,34
33,76
58,88
CF 7
Sobrenadante do Biofiltro A
A
40,82
11,23
36,55
45,09
Sobrenadante do Biofiltro B
A , B
38,26
20,81
30,34
46,18
0,002
Sobrenadante do RAFD
C
26,54
11,48
22,17
30,91
Filtrado do Biofiltro A
A
93,13
1,71
92,48
93,78
Filtrado do Biofiltro B
87,10
4,95
85,22
88,98
< 0,001
Saída do RAFD
C
33,28
17,50
26,62
39,94
Teste Friedmann;
Letras Iguais indicam a não diferença significativa entre os grupos pelo Teste t-Student para dados
pareados;
*
Teste de Wilcoxon
78
5 CONCLUSÕES E SUGESTÕES
5.1 CONCLUSÕES
Nas carreiras de filtração percebe-se, principalmente que, entre os primeiros dez a
12 dias, houve maior remoção de cor, no entanto depois a cor aumentou gradativamente
devido a redução da atividade enzimática, e inatividade da biomassa do fungo.
A biofiltração possuiu importância na redução de cor de águas contaminadas por
corantes e o sistema biofiltração com T. versicolor (Biofiltro A) promove maior remoção de
cor do que a biofiltração convencional (Biofiltro B), ou o fungo sozinho (Reator Aeróbio de
Fluxo Descendente).
O biofiltro sem adição de fungo, também apresentou remoção de cor. O biofiltro
com fungo removeu 84,69% e o RAFD 14,26% apenas. Logo, o efluente produzido RAFD
pode ser utilizado como pré-tratamento seguido de biofiltração.
O melhor sistema de tratamento foi o biofiltro inoculado com biomassa de T.
versicolor e com solução líquida de E. coli.
A presença da biomassa do Trametes versicolor induziu uma precoce colmatação
do biofiltro. Fato este justificado pela produção de metabólitos e parte da biomassa que pode
ter se despregado, e que entopem o topo da camada de areia, promovendo aumento da perda
de carga e baixo volume de filtrado. No biofiltro sem o fungo, a colmatação foi mais lenta.
Na determinação enzimática apenas foi registrada presença da lacase nos
Biofiltros e no RAFD. As enzimas LiP e MnP não foram encontradas, possivelmente pelas
suas baixas concentrações e/ou alta diluição do meio.
A maior eficiência de remoção de cor foi no Biofiltro com biomassa de T.
versicolor. No entanto, na primeira carreira ocorreu uma exceção, o Biofiltro sem fungo, foi o
que removeu maior descoloração. Nas demais carreiras, a diferença de descoloração entre os
tratamentos foi significativa.
79
A presença e interação de E. coli com Trametes versicolor levou a um aumento da
atividade enzimática da lacase no Biofiltro A, no sobrenadante e no filtrado, de 216% e 170%
respectivamente.
A diferença entre as profundidades da camada de areia dos biofiltros apresentou
resultados semelhantes. Já que os valores entre os parâmetros físico-químicos e biológicos
analisados foram similares.
5.2 SUGESTÕES
Para futuros projetos, sugere-se que se estude a possibilidade de renovação da
biomassa do Trametes versicolor enquanto a perda de carga do biofiltro ainda não for alta.
Assim, as carreiras de filtração poderiam durar por mais tempo, sem necessidade de limpeza
dos biofiltros.
É sugerido que se faça leitura de cor verdadeira, e que seja realizada filtração ou
centrifugação das amostras.
Estudar a interação de outros microrganismos e/ou substâncias que possam
interagir com o fungo, estimulando-os em uma maior produção de enzimas.
Verificar a viabilidade de inoculação de biomassas de mais de um fungo nos
biofiltros. Já que existem estudos que relatam a considerável interação de um ou mais fungos
na descoloração de corantes.
Estudar a possibilidade de se aplicar outras taxas de filtração nos biofiltros, a fim
de se determinar taxas máximas e mínimas para as condições propostas.
Trabalhar com biofiltro com maior granulometria, por exemplo, > 0,3 mm. E
trabalhar com taxa de filtração > 1 m
2
/m
3
/dia.
80
Aplicar nível constante da lâmina d’água acima do topo da camada de areia, para
que assim se possa analisar com maior precisão as enzimas produzidas pelo fungo. Já que a
oscilação da diluição influencia nas reais concentrações encontradas.
Avaliar a toxicidade dos filtrados oriundos dos biofiltros quando inoculados com
fungos. Já que existem relatos sobre fungos de degradação branca que atuam na redução da
toxicidade de diversos compostos.
81
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88
ANEXO I
As Tabelas 1 e 2 apresentam os resultados do Teste de aderência Kologorv-Smirnov de uma
variável para comprovação ou não de normalidade.
Tabela 1 – Teste de normalidade das CF 1, 2, 3 e 4
Carreira de Filtração / Local
n
Média
Desvio
Padrão
Teste de
Normalidade
z
p
CF 1
As
28
11,48
5,07
1,394
0,041
Af
28
77,02
10,64
0,805
0,536
Bs
28
1,51
1,44
0,609
0,853
Bf
28
93,27
1,30
1,009
0,260
CF 2
As
13
15,79
6,42
0,680
0,745
Af
13
86,85
5,00
0,452
0,987
Bs
13
5,19
1,53
0,707
0,699
Bf
13
77,27
1,42
0,428
0,993
CF 3
As
9
25,43
16,27
0,697
0,717
Af
9
77,91
17,22
0,642
0,804
Bs
9
1,52
0,77
0,564
0,908
Bf
9
66,78
14,36
0,847
0,470
CF 4
As
18
37,63
11,20
0,445
0,989
Af
18
86,45
10,21
0,809
0,530
Bs
18
10,06
2,01
0,467
0,981
Bf
18
81,41
10,07
0,660
0,776
Tabela 2 – Teste de normalidade para as CF 5, 6 e 7
89
Carreira de Filtração / Local
n
Média
Desvio
Padrão
Teste de
Normalidade
z
p
CF 5
As
30
39,96
27,10
1,481
0,025
Af
30
73,82
19,82
1,454
0,029
Bs
30
5,48
3,03
0,693
0,723
Bf
30
46,40
9,60
0,763
0,605
Rs
30
5,51
16,63
0,968
0,306
Rsa
30
13,77
25,89
1,102
0,176
CF 6
As
22
62,08
8,51
0,531
0,941
Af
22
95,26
1,77
0,643
0,803
Bs
22
2,78
0,80
0,649
0,793
Bf
22
91,65
2,29
0,451
0,987
Rs
22
46,63
16,36
0,498
0,966
Rsa
22
46,32
28,34
0,957
0,319
Bf
22
62,08
8,51
0,531
0,941
CF 7
As
29
40,82
11,23
0,879
0,422
Af
29
93,13
1,71
0,658
0,780
Bs
29
38,26
20,81
1,167
0,131
Bf
29
87,10
4,95
1,039
0,231
Rs
29
26,54
11,48
0,849
0,467
Rsa
29
33,28
17,50
0,929
0,354
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