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UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ
MÔNICA AKEMI OKADA
DESCRIÇÃO MORFOLÓGICA DO DESENVOLVIMENTO EMBRIONÁRIO DA
ARANHA MARROM (Loxosceles intermedia)
CURITIBA
2010
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2
MÔNICA AKEMI OKADA
DESCRIÇÃO MORFOLÓGICA DO DESENVOLVIMENTO EMBRIONÁRIO DA
ARANHA MARROM (Loxosceles intermedia)
Dissertação de Mestrado
Dissertação apresentada como requisito
parcial à obtenção do grau de Mestre em
Biologia Celular e Molecular, Programa de
Pós-Graduação em Biologia Celular e
Molecular, Setor de Ciências Biológicas,
Universidade Federal do Paraná.
Orientadora: Prof.ª Dr.ª Flavia Sant’Anna
Rios
Co-orientadora: Prof.ª Dr.ª Cláudia Feijó
Ortolani Machado
CURITIBA
2010
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3
AGRADECIMENTOS
À Deus, pela vida, benção e proteção.
À Prof.ª Flavia, pelas boas idéias, pela disposição, paciência, atenção, por
todos os ensinamentos científicos e aconselhamentos. E principalmente pela
confiança depositada no meu trabalho.
À Prof.ª Claudia, pela sua amizade, companheirismo e incentivo. Pela sua
ajuda e dedicação. E pelo o estímulo de seguir profissionalmente.
Ao Prof. Silvio Sanches Veiga e aos estudantes do Laboratório de Matriz
Extracelular e Biotecnologia de Venenos, pela doação de ootecas que foram
utilizadas no presente estudo.
À coordenação do Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e
Molecular, representado pelos professores Silvio Sanches Veiga e Andréa Senff
Ribeiro, e à secretária Marlene B. de Camargo.
Aos funcionários do Centro de Microscopia Eletrônica da UFPR.
À CAPES pela bolsa concedida durante o mestrado.
À Alana, pela amizade, convivência, e por estar sempre disposta a me
ajudar.
Aos estagiários Anderson, Marcelo, Juliano, Niti e Fer pela colaboração
neste trabalho A todos os professores do programa do Programa de Pós-Graduação
pela formação e dedicação.
Aos meus pais, pelas oportunidades que me proporcionaram, pelo carinho,
companheirismo e principalmente pelo incentivo nos momentos difíceis.
Aos meus companheiros de moradia, em especial à Flávia, à Fabi e ao Zé,
pela ótima convivência no último ano de estudo e pelos momentos de diversão e
apoio.
E a todos que direta ou indiretamente contribuíram para a conclusão desta
pesquisa, meu muito obrigado!
4
RESUMO
Devido ao aumento do número de casos de acidentes com aranhas-marrom
(Loxosceles intermedia), tem-se a necessidade de estudar a embriologia desta
aranha, a fim de contribuir com a elucidação de seu grande sucesso reprodutivo e
ampla distribuição. A fêmea de L. intermedia põe seus ovos em uma ooteca
pequena com aproximadamente 1 cm de diâmetro e de forma discóide. Seus ovos
são esféricos e apresentam em média 1 mm de diâmetro. São revestidos por duas
membranas, o córion e a membrana vitelínica. O objetivo do presente trabalho foi a
descrição morfológica de todos os estádios do desenvolvimento embrionário da
aranha marrom L. intermedia. Para tanto, os ovos foram fixados e processados para
microscopia de luz e microscopia eletrônica de varredura. As mudanças externas
ocorridas durante o desenvolvimento embrionário puderam também ser observadas
com o auxilio da parafina líquida. Os resultados obtidos permitiram dividir o
desenvolvimento embrionário de L. intermedia em dez estádios: (1) Zigoto, (2)
Clivagem, (3) Formação da blástula, (4) Contração da blástula, (5) Formação do
disco germinativo, (6) Gastrulação (7) Segmentação, (8) Inversão, (9) Pré-larva, e
(10) Eclosão. Os ovos de L. intermedia são do tipo centrolécitos e a clivagem é do
tipo superficial. Os núcleos começam a se dividir no centro e migram para a periferia,
formando a blastoderme sincicial. A seguir começam a se definir os limites celulares
e tem-se formação da blastoderme celular. Os blastômeros migram para um dos
pólos do ovo e formam o disco germinativo, no qual ocorre a formação dos folhetos
germinativos. Após o início da segmentação, ocorre a inversão do embrião, que
termina quando a forma típica do corpo das aranhas foi estabelecida. No próximo
estádio as aranhas são chamadas de pré-larvas e demonstram um processo de
organogênese inicial. Durante a eclosão, as aranhas ainda apresentam grande
quantidade de vitelo, indicando que apresenta alimentação endógena ao menos no
início do período larval.
Palavras chave: aranha marrom, estadiamento, desenvolvimento embrionário,
Loxosceles intermedia.
5
ABSTRACT
The increasing occurrence of accidents caused by brown spiders (Loxosceles
intermedia) claim from studies about their embryonic development, which might
contribute to elucidate their widely distribution and the great reproductive success of
this species. L. intermedia females lay their eggs in a sac-like cocoon, with a mean
diameter of 1 cm, and discoid shape. Their eggs are spherical and have about 1 mm
in diameter on average. The eggs are covered by two membranes: the chorion and
vitelline envelope. The objective of this study was the description of all stages of
embryonic development of the brown spider L. intermedia using morphological
criteria. The eggs were fixed and processed for light microscopy and scanning
electron microscopy. The external changes occurring during embryonic development
could also be observed by using liquid paraffin. The results allowed dividing the
embryonic development of L. intermedia in ten stages: (1) zygote, (2) cleavage, (3)
blastocyst formation (4) blastocyst contraction, (5) germinal disc formation (6)
gastrulation (7) segmentation, (8) inversion, (9) pre larva and (10) hatching. The eggs
of L. intermedia is centrolecithal and the cleavage is superficial. The nuclei divide and
migrate from the center to the periphery, forming the syncytial blastoderm. The cell
limits are defined, origining and the cellular blastoderm is formed. Blastomeres
migrate to one pole of the egg, forming the germinal disc, wher the germ layers will
be formed after gastrulation. After embryo inversion, the typical form of the spiders
body was established. In the next stage, spiders are denominate pre-larva and show
an organogenesis process .During the hatching, the spiders have a large amount of
yolk, indicating endogenous feeding at least in the beginning of the larval period.
Keywords: brown spider, staging, embryonic development, Loxosceles intermedia.
6
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Representação esquemática do aparelho reprodutor masculino
de Loxosceles intermedia ...........................................................
14
Figura 2 - Representação esquemática do abdome da fêmea.....................
15
Figura 3 -
Corte de ovário de Loxosceles intermedia ..................................
16
Figura 4 -
Ooteca de Loxosceles intermedia ...............................................
17
Figura 5 - Esquema mostrando os estádios de pré-larva, larva e ninfa de
aranhas ........................................................................................
19
Figura 6 - Esquema mostrando os principais eventos do desenvolvimento
de aranhas ...................................................................................
21
Figura 7 - Processo de inversão em aranhas .............................................. 23
Figura 8 -
Envoltórios dos embriões de Loxosceles intermedia .................
37
Figura 9 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 1 .......................
38
Figura 10 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 2 .......................
40
Figura 11 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 3 .......................
41
Figura 12 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 4 .......................
42
Figura 13 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 5 .......................
43
Figura 14 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 6 .......................
44
Figura 15 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 7 .......................
45
Figura 16 -
Cortes histológicos de embriões de Loxosceles intermedia no
estádio 7 ......................................................................................
46
Figura 17 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 8 (I) ...................
47
Figura 18 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 8 (II) ..................
48
Figura 19 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 9 .......................
50
Figura 20 -
Cortes histológicos de embriões de Loxosceles intermedia no
estádio 9 ......................................................................................
51
Figura 21 -
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 10 .....................
52
Figura 22 - Esquema mostrando corte longitudinal do prossoma de
aranhas ........................................................................................
61
Figura 23 -
Esquema mostrando o cérebro rudmentar da Tarantula sp. .......
61
Figura 24 - Manutenção das aranhas em laboratório..................................... 68
Figura 25 -
Exemplares adultos de Loxosceles intermédia ...........................
69
7
Figura 26 -
Esquema da cópula de Loxosceles intermedia ...........................
71
Figura 27 - Oviposição .................................................................................. 72
Figura 28 - Coleta dos ovos............................................................................
73
Figura 29 - Embriões vivos em parafina liquida .............................................
74
Figura 30 - Passos para a montagem total ....................................................
76
Figura 31 - Processo para a retirada da membrana vitelínica........................ 78
Figura 32 - Sugestões para orientação dos cortes......................................... 80
Figura 33 -
Embrião de Loxosceles intermedia com 3 dpo ............................
81
8
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 -
Estádios do Desenvolvimento Embrionário de Loxosceles
intermedia...........................................................................................
39
Tabela 2 - Fixadores que apresentam excelentes resultados para embriões de
aranha (Loxosceles intermedia).........................................................
79
9
SUMÁRIO
CAPÍTULO I – CONTEXTUALIZAÇÃO 11
1.1 INTRODUÇÃO.................................................................................................. 12
1.1.1 BIOLOGIA DAS ARANHAS........................................................................... 12
1.1.2 ARANHAS DO GÊNERO Loxosceles............................................................
13
1.1.3 REPRODUÇÃO DA ESPÉCIE L. intermedia.................................................
14
1.1.3.1 APARELHO REPRODUTOR...................................................................... 14
1.1.3.2 OVOGÊNESE ............................................................................................ 15
1.1.4 CÓPULA E OVIPOSIÇÃO EM Loxosceles intermedia..................................
17
1.1.5 OVOS E ENVOLTÓRIOS..............................................................................
18
1.1.6 DESENVOLVIMENTO EMBRIONÁRIO........................................................ 18
1.2 JUSTIFICATIVA................................................................................................ 24
1.3 OBJETIVOS..................................................................................................... 25
1.4 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................. 26
CAPÍTULO II – ESTÁDIAMENTO DO EMBRIÃO DE Loxosceles intermedia 29
2.1 INTRODUÇÃO................................................................................................. 30
2.2 MATERIAL E MÉTODOS................................................................................. 32
2.2.1 Coleta e manutenção dos animais.................................................................
32
2.2.2 Cópula............................................................................................................
32
2.2.3 Coleta dos ovos............................................................................................. 32
2.2.4 Observação dos embriões vivos.................................................................... 32
2.2.5 Microscopia de luz......................................................................................... 33
2.2.6 Retirada dos envoltórios................................................................................ 33
2.2.7 Microscopia eletrônica de varredura..............................................................
34
2.3 RESULTADOS..................................................................................................
35
2.3.1 Oviposição e amostragem............................................................................. 35
2.3.2 Descrição dos envoltórios dos ovos.............................................................. 36
2.3.3 Desenvolvimento embrionário....................................................................... 38
2.3.2.1 Estádio 1: Zigoto (< 24h após a oviposição).............................................. 38
2.3.2.2 Estádio 2: Clivagem (1 dia após a oviposição [dpo]).................................. 40
2.3.2.3 Estádio 3: Formação da Blastoderme (2 a 4 dpo)..................................... 41
2.3.2.4 Estádio 4: Contração da Blástula (5 e 6 dpo)............................................ 42
2.3.2.5 Estádio 5: Formação do disco germinativo (7 dpo)................................... 43
10
2.3.2.6 Estádio 6: Gastrulação (8 a 12 dpo).......................................................... 43
2.3.2.7 Estádio 7: Segmentação (13 - 15 dpo)...................................................... 44
2.3.2.8 Estádio 8: Inversão (16 a 23 dpo)..............................................................
46
2.3.2.9 Estádio 9: Pré-larva (24 a 29 dpo)............................................................. 48
2.3.2.10 Estádio 10: Eclosão (30 dpo)...................................................................
52
2.4 DISCUSSÃO..................................................................................................... 53
2.5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................. 63
CAPÍTULO III – MÉTODOS PARA OBTENÇÃO, MANIPULAÇÃO E PREPARO
DE EMBRIÕES DE ARANHAS
66
3.1. IMPORTÂNCIA DA UTILIZAÇÃO DOS EMBRIÕES DE ARANHA................. 67
3.2. OBTENÇÃO DOS EMBRIÕES DE ARANHA ................................................. 67
3.2.1.Manutenção dos Animais Adultos em Laboratório........................................ 67
3.2.2. Identificação da Fêmea e do Macho Adultos............................................... 68
3.2.3. Cópula.......................................................................................................... 70
3.2.4. Oviposição................................................................................................... 71
3.2.5. Coleta dos Ovos........................................................................................... 72
3.3. ANÁLISE DOS EMBRIÕES INTACTOS E EM MONTAGENS TOTAIS.......... 73
3.3.1. Utilização do Óleo de Parafina para Observação de Embriões Vivos..........
73
3.3.2. Montagem Total dos Embriões..................................................................... 74
3.4. RETIRADA DOS ENVOLTÓRIOS DOS OVOS............................................... 77
3.5. UTILIZAÇÃO DA MICROSCOPIA DE LUZ PARA OBSERVAÇÃO DE
EMBRIÕES FIXADOS...........................................................................................
78
3.5.1. Fixação......................................................................................................... 78
3.5.2. Inclusão........................................................................................................ 79
3.5.3. Microtomia.................................................................................................... 80
3.5.4. Coloração..................................................................................................... 81
3.6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................ 82
4. CONCLUSÔES .................................................................................................. 83
11
Capítulo I – CONTEXTUALIZAÇÃO
12
1.1 INTRODUÇÃO
1.1.1 BIOLOGIA DAS ARANHAS
As aranhas fazem parte de um grupo evolutivamente antigo (Classe
Arachnida, Ordem Araneae), sendo que o fóssil mais antigo data de 300 milhões de
anos atrás, no Período Carbonífero (PLATNICK, 1993). De acordo com Platnick
(1993), o grupo apresenta cerca de 40.000 espécies descritas, sendo classificadas
de acordo com o tamanho, cor, marcas no corpo, assim como pela disposição dos
olhos e estruturas reprodutivas. Do ponto de vista morfológico, possuem o corpo
dividido em dois segmentos, o cefalotórax (união entre cabeça e tórax) e o
abdômen. Apresentam quatro pares de patas, um par de quelíceras e um par de
pedipalpos (RUPPERT e BARNES, 1996).
De acordo com Rash e Hodgson (2002), a Ordem Araneae apresenta três
Subordens: Mesothelae, Mygalomorphae e Araneomorphae, sendo que as duas
últimas constituem os grupos numericamente mais representativos. Os membros da
subordem Mygalomorphae (ou Orthognatha) são aranhas primitivas (“trapdoor”)
cujas quelíceras se projetam à frente, partindo do cefalotórax, enquanto as presas
posicionam-se para baixo. Os representantes do grupo Araneomorphae (ou
Labdognatha) possuem as quelíceras posicionadas verticalmente e que,
conjuntamente com as presas, se movem lateralmente como pinças (RASH e
HODGSON, 2002). Este último grupo apresenta 32.000 espécies pertencentes a
2.700 gêneros (FOELIX, 1996).
No Brasil, as espécies mais perigosas de aranhas são encontradas no grupo
das Labdognathas (araneomorfas), tais como, Latrodectus (viúva negra –
Theridiidae), Phoneutria (aranha armadeira – Ctenidae) e Loxosceles (aranha violino
ou aranha marrom – Sicariidae), que são responsáveis por muitos casos de
envenenamentos graves e registros de óbito (ESCOUBAS et al., 2000). Porém, na
maioria das vezes as aranhas não trazem prejuízos ao homem, sendo
extremamente importantes para o equilíbrio dos ecossistemas.
1.1.2 ARANHAS DO GÊNERO Loxosceles
13
As aranhas do gênero Loxosceles pertencem à família Sicariidae, subordem
Labdognatha (RUPPERT e BARNES, 1996; SOERENSEN, 1996). São
popularmente denominadas de aranhas marrons por possuírem um colorido
uniforme, que varia de marrom claro ao escuro. De acordo com Bücherl (1972) são
aranhas de pequeno porte, com tamanho médio de 3 cm, poucos pêlos no corpo e
pernas longas e finas. Os machos são menores e possuem as pernas relativamente
mais longas do que das fêmeas. Possuem seis olhos, formando um semicírculo com
três grupos de dois sobre o cefalotórax. O cefalotórax é baixo, não ultrapassando em
altura o abdome (BÜCHERL, 1972).
A maior incidência de acidentes envolvendo a espécie humana deve-se ao
fato da aranha ter adquirido hábitos intradomiciliares. As aranhas deste gênero não
são agressivas, possuindo comportamento defensivo e picando seres humanos
somente quando comprimidas inadvertidamente contra a pele, como por exemplo,
no ato de vestir-se, enxugar-se ou durante o sono (SUAREZ, 1971; LUCAS, 1988;
FUTRELL,1992). São animais sedentários e de hábito noturno, constroem teias
irregulares, sendo encontrados sob entulhos e troncos de árvores caídos,
preferencialmente ocupando espaços escuros, ao abrigo das intempéries do
ambiente. No interior das casas, habitualmente se encontram atrás de quadros,
móveis, caixotes, nos cantos e em roupas colocadas próximas às paredes
(SCHENONE e LETONJA, 1975). As fêmeas, em geral, são maiores que os machos
e possuem veneno com maior concentração de proteínas, tal característica,
associada com a grande produção de veneno, aumenta o potencial tóxico do
envenenamento pela aranha fêmea (da SILVA et al., 2004).
As aranhas que pertencem a este gênero reproduzem-se facilmente, podendo
resistir a temperaturas entre 8 e 43º C (FUTRELL, 1992). Servem de alimento para
anfíbios, répteis e aves, e alimentam-se de pequenos insetos, porém podem
sobreviver por vários dias sem água e comida (LOWRIE, 1980; da SILVA et al.,
2004).
14
1.1.3 REPRODUÇÃO DA ESPÉCIE Loxoseceles intermedia
1.1.3.1 APARELHO REPRODUTOR
Segundo Costa-Ayub (2006), o aparelho reprodutor masculino de L.
intermedia (Fig 1A) possui um par de testículos, que tem sua região proximal
conectada a sua respectiva ampola por um ducto estreito. A ampola, por sua vez, se
liga a um canal chamado vasa deferentia, localizados entre os pulmões. As
extremidades proximais do vasa deferentia se fundem para dar forma a um canal
ejaculatório que alcance a fenda genital.
Figura 1 – (A) Representação esquemática da porção ventral do abdome do macho de L. intermedia
mostrando a organização do aparelho reprodutivo. A – ampola, CE – canal ejaculatório, D – ducto,
FG – fenda genital, P – pulmão (mostrado apenas como ponto de referência), T – testículo, VASA –
vasa deferentia. (B) – Synspermium dentro do testículo. Microscopia eletrônica de transmissão. Barra
de escala – 1 µm, Z – espermatozóide. Fonte: Costa-Ayub (2006) (reproduzida com permissão da
autora).
Em L. intermedia, os espermatozóides produzidos nos testículos passam por
um conjunto de canais e atingem o exterior através da fenda genital, na região
ventral do abdome (COSTA-AYUB, 2006; OKADA et al., 2006). A massa gelatinosa
composta pelos espermatozóides e a secreção da vasa deferentia é captada e
estocada dentro dos pedipalpos modificados, onde fica até o momento da cópula. A
transferência dos espermatozóides do macho para a fêmea se dá na forma de
synspermium, que corresponde a um conjunto de quatro espermatozóides ligados
entre si por pontes citoplasmáticas (Fig 1B.; COSTA-AYUB, 2006).
Z
Z
Z
Z
T
T
VASA
FG
CE
DD
A
P
P
A
A B
Z
Z
Z
Z
Z
Z
Z
Z
T
T
VASA
FG
CE
DD
A
P
P
A
T
T
VASA
FG
CE
DD
A
P
P
A
FG
CE
DD
A
P
P
A
CE
DD
A
P
P
A
DD
A
P
P
A
A
P
P
A
A
P
P
A
A
P
P
A
P
P
P
P
AA
A B
15
As fêmeas possuem duas
espermatecas do tipo fundo de saco
separadas espacialmente, e que são
responsáveis por armazenar o fluido
seminal. Através de um ducto, as
espermatecas se conectam ao uterus
externus. Este é separado da estrutura
interna do aparato genital por uma
projeção da parede dorsal e ventral do
próprio uterus externus formando uma
valva (Fig 2; COSTA-AYUB, 2006;
MARGRAF et al., 2006).
As estruturas internas do aparato
genital compreendem o uterus internus, os
ovidutos e ovários. Os ovários são
alongados, e neles os ovócitos se
desenvolvem presos à parede ventral do
epitélio ovariano, aderidas às células
formadoras do pedúnculo (MORISHITA,
2003).
1.1.3.2 OVOGÊNESE
A ovogênese é um processo contínuo durante seu ciclo reprodutivo (OKADA
et al., 2007). De acordo com Morishita (2003), inicialmente os ovócitos possuem
tamanho similar às células do epitélio ovariano, diferindo apenas na morfologia do
núcleo e apresentando volume citoplasmático ligeiramente aumentado. Durante a
vitelogênese, o volume celular aumenta continuamente devido principalmente ao
acúmulo de vitelo e as diferenças no tamanho e na morfologia permitiram à autora
classificar os ovócitos em seis estádios distintos, sendo o primeiro estádio
considerado imaturo e o último estádio caracterizado pelo ovócito maduro, pronto
para ser fertilizado (Fig.3 OKADA et al., 2007). Uma vez que os ovócitos maduros
são liberados na luz do oviduto, são envoltos pela membrana vitelina. Para que
ocorra a ovulação, os grânulos de vitelo sofrem um drástico rearranjo, e o ovócito
M
U
UE
ST
Figura 2 – Representação esquemática de
um corte longitudinal da abertura genital do
abdome de uma fêmea adulta de Loxosceles
intermedia. Cabeça da seta – fenda genital,
M – músculo, ST – espermateca, U – uterus
internus, UE – uterus externus. Fonte:
Margraf, et al. (2006) (reproduzida com
permissão dos autores).
M
U
UE
ST
M
U
UE
ST
Figura 2 – Representação esquemática de
um corte longitudinal da abertura genital do
abdome de uma fêmea adulta de Loxosceles
intermedia. Cabeça da seta – fenda genital,
M – músculo, ST – espermateca, U – uterus
internus, UE – uterus externus. Fonte:
Margraf, et al. (2006) (reproduzida com
permissão dos autores).
16
altera sua morfologia e arquitetura celular, assim como o epitélio ovariano, que se
alarga aumentando a área disponível para a entrada do ovócito (MORISHITA, 2003).
No trajeto para a abertura genital, recebem as camadas adicionais que vão constituir
o córion (FERREIRA, 2001).
1.1.4 CÓPULA E OVIPOSIÇÃO EM Loxosceles intermedia
Momentos antes do acasalamento, o macho faz diversos movimentos com
seus gonopódios (FERREIRA, 2001). Durante a cópula, os animais ficam frente a
frente, porém, o macho fica em um plano mais baixo que a fêmea apoiado em suas
patas traseiras. Inserem os bulbos na fenda genital da fêmea, sendo os
espermatozóides depositados no interior das espermatecas, onde podem ficar
estocados por prolongados períodos de tempo (UHL, 1994; GILBERT, 2006). No
entanto, L. intermedia se reproduz preferencialmente nos meses mais quentes do
ano (FISCHER, 2005).
Figura 3
. Corte longitudinal do ovário de fêmea jovem – HE. (seta) luz ovariana
aberta,(PV) ovócitos pré vitelogênico, (I) ovócitos em vitelogênes inicial, (INT)
ovócitos em vitelogênes intermediária. Barra: 100 µm. Fonte: Okada, 2007.
I
I
N
N
T
T
I
I
I
I
P
P
V
V
17
A fêmea constrói uma teia complexa, a ooteca, cuja função é proteger os ovos
de possíveis predadores e intempéries do ambiente (Fig. 1A e 1B). Em geral
apresenta aproximadamente 1 cm de diâmetro, possuindo a forma discóide e
esbranquiçada. De acordo com Fischer (2005), momentos antes da postura, a fêmea
começa a construção da ooteca, movimentando-se em círculos e direcionando o
abdome da periferia para o centro. Depois de pronta a parte inferior da ooteca,
inicia-se a postura. Terminado a postura, a fêmea dá inicio a construção da parte
superior da ooteca. Após o término da construção da ooteca a fêmea se posiciona
sobre a mesma, indicando um intenso cuidado com sua prole (FISCHER, 2005).
1.1.5 OVOS E ENVOLTÓRIOS
Os ovos de aranhas são do tipo centrolécitos (FOELIX, 1996), ou seja,
possuem grande quantidade de vitelo localizado no centro, circundado por
citoplasma que ocupa a periferia e que se projeta em raios para o centro do ovo
(GARCIA e GARCÍA, 2001).
Os ovos de aranhas possuem duas camadas de revestimento: o córion e a
membrana vitelínica. O córion é uma camada que funciona como uma barreira de
proteção entre o ovo e o meio (FOELIX, 1996). O envoltório vitelínico, que se situa
abaixo do córion, se apresenta como uma membrana lisa que envolve todo o
BA
BA
Figura 4
.
(
A)
Fêmea de Loxosceles intermédia protegendo sua ooteca (cabeça de
seta). (B) Ooteca aberta, mostrando os ovos (seta). Barra: 1cm. As imagens foram
obtidas em cativeiro.
18
embrião e que, segundo Rempel (1957), tem a função de controlar a entrada do
espermatozóide. Na maioria dos organismos, a membrana vitelínica apresenta, em
sua composição, moléculas que são reconhecidas por espermatozóides da mesma
espécie e que desencadeiam a liberação das enzimas do acrossoma, dando início
ao processo de fecundação (GILBERT, 2006).
1.1.6 DESENVOLVIMENTO EMBRIONÁRIO DE ARANHAS
A ontogenia das aranhas pode ser divida em três períodos: embrionário, larval
e ninfo-imaginário (VANCHON, 1957). O período embrionário se estende da
fertilização até a eclosão, quando as formas típicas do corpo da aranha são
estabelecidas. Durante o período larval, a aranha não possui todas as
características morfológicas típicas da espécie e apresentam alimentação endógena
(vitelo). Já no período ninfo-imaginário (ninfa), possuem todos os órgãos e sistemas,
são auto-suficientes (alimetação exógena), diferindo dos adultos em seu tamanho e
por serem sexualmente imaturas (FOELIX, 1996) (Fig. 5).
A fertilização nas aranhas é um assunto pouco explorado e controverso.
Valente (1984) discute a fertilização em Romphobetens sorocabae, hipoteticamente
Figura 5
. Esquema mostrando os estádios de pré-larva, larva e ninfa de aranhas (Adaptado
a partir de Foelix, 1996)
Pré-larva Larva NinfaPré-larva Larva Ninfa
19
descrita como sendo externa. O autor descreve que a fêmea é observada liberando
os ovócitos e um líquido, que seria o esperma, de modo intercalado à deposição dos
ovócitos. Posteriormente, fecha a ooteca e a gira, como se estivesse misturando os
ovócitos com a secreção. Suzuki e Kondo (1994) relatam terem observado em
Achaearanea japonica o núcleo espermático aproximadamente a uma distância de
50 µm da superfície do ovócito, e que, 3,5 horas após a oviposição, a primeira
divisão nuclear foi observada no centro da célula. Por outro lado, Suzuki (1995)
descreve a ocorrência de fertilização interna para A. tepidariorum com base em
observações de microscopia de luz e eletrônica de ovos que haviam acabado de
serem liberados pela fêmea, já na fase de telófase da primeira clivagem.
Segundo Foelix (1996), a fertilização ocorreria no uterus externus e, uma hora
após o núcleo espermático migraria em direção ao centro do ovócito. Neste
momento, o pronúcleo feminino, que teria completado a segunda divisão meiótica,
também se desloca para o centro (SUZUKI e KONDO, 1994). A conjugação dos dois
núcleos (cariogamia) ocorre 1-2 horas mais tarde (MONTGOMERY, 1909). Contudo
para a aranha marrom L. intermedia não existem relatos dos aspectos que envolvem
a interação ovócito e espermatozóide no momento da fertilização.
Durante o período de clivagem, o embrião sofre uma série de divisões
mitóticas. Nos ovos dos artrópodos, como as aranhas, ocorre cariocinese diversas
vezes antes de haver citocinese, ocorrendo a formação de um sincício (GILBERT,
2006). Após os núcleos migrarem para periferia do ovo, as células se individualizam,
formando a blastoderme com células grandes e achatadas que envolvem toda a
massa de vitelo (HOLM, 1952).
Em Achaearanea japonica, grande número de grânulos de vitelo circundam o
citoplasma perinuclear e são organizados em arranjos radiais durante os estádios
iniciais da clivagem. Este arranjo pode ser causado pela distribuição radial do
citoplasma, que contém feixes de microtúbulos. Os microtúbulos participam da
divisão e da migração dos núcleos para formar a blastoderme, que ocorre
exatamente 16 hpo na espécie citada (SUZUKI , 1995).
Após a formação da blastoderme, os grânulos de vitelo se contraem para a
parte inferior da mesma, originando o espaço perivitelínico, que é preenchido pelo
líquido perivitelínico. Quando há o aparecimento deste espaço ocorre o próximo
estádio, que é chamado de contração da blástula (FOELIX, 1996).
20
Suzuki (1995) relatam que a concentração das células da bastoderme no
estádio de contração da blástula pode estar relacionado com a formação do disco
germinativo. Onde as células migram para um dos pólos do ovo e deslocam o vitelo
para a área restante.
Montgomery (1909) relata que depois de formada a blastoderme algumas
células tornam-se ligeiramente elevadas na superfície do embrião, formando a placa
primitiva (ou cumulus anterior) (Fig. 6B), rico em células denominadas de vitelócitos.
Estas células endocitam rapidamente o vitelo que circunda uma pequena cavidade,
a gastrocele. O cumulus posterior surge como uma camada mais elevada e
proeminente, que marca o limite entre os segmentos torácico e abdominal. Este
estádio é chamado de gastrulação e segundo Chaw et al. (2007) para a aranha
Zygiella x-notata tal estádio se divide em 3 fases distintas. A fase I compreende a
formação do blastóporo, que envolve o ingresso de pelo menos 20 células da
blastoderme. A fase II começa quando as células que formam o cumulus começam a
migrar para a periferia do disco germinativo. E a fase III envolve um mecanismo
diferente, o qual formará o lobo caudal.
Durante a gastrulação, as células mesequimais do cumulus posterior são
internalizadas e migram em direção à borda do disco germinativo
(HOLM, 1940;
AKIYAMA-ODA e ODA, 2003) (Fig. 6C, D). Segundo Foelix (1996), a partir do disco
germinativo surgem o lobo cefálico, lobo caudal e os somitos metaméricos, os quais
representam os respectivos segmentos dos pedipalpos e as pernas (Fig. 6I).
A partir do disco germinativo se origina a banda germinativa que se alonga
em torno do ovo até que seus prolongamentos anterior e posterior quase se tocam
(CHAW e al., 2007; McGREGOR et al., 2008), formando o lobo cefálico e lobo
caudal. O lobo cefálico emite um segmento adicional, o segmento caudal o qual se
divide ara formar o primeiro segmento abdominal. No interior do corpo as cavidades
celômicas tornam-se estabilizadas quando a mesoderme separa as paredes dessas
cavidades posteriores que se diferenciam em tecido muscular (FOELIX, 1996).
21
A partir desse momento, o embrião passa por um processo chamado de
inversão (Fig. 6L e 7). Nesse processo, ocorre a formação de um sulco longitudinal
na região média da banda germinativa. A expansão deste “sulco ventral” começa a
separar os segmentos pré-quelicerais até o quinto segmento opistossomal
separando os lados desses segmentos (LIU et al, 2009). Conforme este sulco vai
aumento ele desloca lateralmente as duas metades do corpo do embrião do
embrião, expondo a massa de vitelo abaixo do sulco mediano. Em seguida, as
extremidades abdominais vão se diferenciando e a metade dorsal do embrião está
na direção oposta à banda germinal. Ou seja, o lobo cefálico numa extremidade e o
lobo caudal em outra. A constrição entre o primeiro segmento abdominal inicia o
limite entre o prossomo e o opistossoma. Quando a forma típica do corpo da aranha
é estabelecida chega ao fim o processo de inversão. O próximo estádio é chamado
de pré-larva (FOELIX, 1996) (Fig. 7).
Recentemente o desenvolvimento embrionário também tem sido estudado
sob o ponto de vista molecular. Como exemplo, Stollewerlk e Seyfarth (2008)
descreveram o desenvolvimento de órgãos mecanosensoriais na aranha Cupiennius
salei, através de interferência do RNA. Akiyama-Oda e Oda (2006) isolaram um
A B C D E F
Vista lateral
Vista ventral
Vista lateral
Vista ventral
G H LI J K
A B C D E F
Vista lateral
Vista ventral
Vista lateral
Vista ventral
G H LI J K
Fig 6
. Esquema mostrando os principais eventos ocorridos durante o desenvolvimento embrionário
da aranha Zygiella x-notata, com especial destaque para o período de gastrulação. BP =
blastóporo; CB = Botão caudal; CM = cumulus e DF = campo dorsal. (Adaptado a partir de Chaw et
al., 2007).
22
homólogo do gene Sog de Drosophila (Antagonist Short Gastrulation) no embrião da
aranha Achaearanea tepidariorum e caracterizaram suas expressão e função.
Verificaram que uma deleção no gene Sog da aranha conduz a uma perda quase
completa das estruturas ventrais, indicando a função deste gene na padronização da
região ventral do disco germinativo.
Cauda
Linha média
Cabeça
Cauda
Cabeça
Cauda
Cauda
Linha média
Cauda
Figura 7
.
Processo de inversão do embrião de aranha Agelena labyrinthica
(A)
Começo da
inversão. (B) Primórdios das extremidades externas aparecem nos segmentos abdominais. (C)
Paredes laterais do corpo se fundem na linha média dorsal. (D) Término da inversão. Ch: quelícera;
P: pedipalpo. (Adaptado aprtir de Foelix, 1996)
23
1. 2 JUSTIFICATIVA
Com a implantação dos Centros de Controle de Intoxicações/ Centro de
Informações Toxicológicas (CCI/CIT), pelo Ministério da Saúde (MS), a partir da
década de 70, evidenciou-se que acidentes causados por animais peçonhentos
correspondiam à segunda causa de atendimento nestas unidades, superado
somente por intoxicações medicamentosas.
No Brasil, os acidentes ocasionados por picada de aranhas do gênero
Loxosceles foram documentados a partir de 1954, com maior incidência no Estado
do Paraná (dados do Centro de Epidemiologia do Paraná), onde ocupam o primeiro
lugar em ocorrências, comparados com outras intoxicações.
Segundo Van Lenteren (1999), a pesquisa básica deve ter prioridade, pois irá
quase sempre resultar em aplicações práticas, como programas de manejo de
pragas, com redução de aplicações de produtos químicos convencionais através da
manutenção da diapausa. Desta maneira, a pesquisa fundamental em reprodução e
desenvolvimento poderá contribuir com soluções sustentáveis para os problemas
atuais.
Apesar de o gênero Loxosceles ser de muita importância do ponto de vista
epidemiológico e de saúde publica, os estudos voltados para a biologia reprodutiva e
do desenvolvimento desse animal são escassos e pouco aprofundados. Baseado
nisso, este estudo visa uma descrição de todo o desenvolvimento embriológico da L.
intermedia, gerando dados que possibilitem medidas de controle populacional da
aranha marrom desde o período embrionário.
24
1.3 OBJETIVOS
1.3.1 Objetivo Geral
Fazer a descrição morfológica de todos os estádios do desenvolvimento
embrionário da aranha marrom Loxosceles intermedia.
1.3.2 Objetivos específicos
A. Descrever, morfologicamente, o desenvolvimento embrionário da aranha
marrom Loxosceles intermedia, bem como os envoltórios dos ovos, através
do emprego de técnicas de microscopia de luz e eletrônica.
B. Verificar a seqüência temporal e descrever as principais alterações celulares
e os movimentos morfogenéticos que ocorrem durante o desenvolvimento
embrionário de L. intermedia.
C. Caracterizar os estádios do desenvolvimento embrionário de L. intermedia
com base nas características morfológicas.
D. Estabelecer protocolos obtenção, manutenção e de preparo de embriões e
aranhas para microscopia de luz e eletrônica.
25
1.4 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁICAS
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28
CAPÍTULO II – Estádios do desenvolvimento embrionário da aranha
marrom Loxosceles intermedia (ARANEAE; SICARIIDAE).
29
2.1 INTRODUÇÃO
A despeito da distribuição cosmopolita e da importância para a saúde pública
do gênero Loxosceles, estudos voltados para a biologia do desenvolvimento destas
aranhas ainda são muito escassos.
Segundo Vanchon (1957), a ontogenia das aranhas pode ser divida em três
períodos: embrionário, larval e ninfo-imaginário. Nos quais o período embrionário se
estende do momento da fertilização até a eclosão.
Os ovos dos artrópodos, tais como as aranhas, são do tipo centrolécito,
possuindo uma grande quantidade de vitelo localizado na região central, circundado
por citoplasma que se projeta de periferia para o centro do ovo (BRESSAN &
MULLER, 1997; GARCIA e GARCÍA, 2001). O vitelo representa uma adaptação
evolutiva que capacita um embrião a se desenvolver na ausência de uma fonte
alimentar exógena, podendo ainda influenciar o padrão de clivagem de uma espécie
(GILBERT, 2006).
A clivagem deste tipo de ovo é do tipo superficial, na qual, inicialmente
apenas os núcleos sofrem divisões (cariocinese). Estes núcleos migram para a
região marginal do ovo, continuando a se dividir quando chegam à periferia, embora
em ritmo mais lento, sendo cada núcleo circundado por uma porção de citoplasma
(GILBERT, 2006). Nesta fase, o embrião é denominado blastoderme sincicial
(GILBERT, 2006).
À medida que o desenvolvimento progride, ocorre a celularização destes
núcleos e a formação da blastoderme celular. O tempo requerido para a formação
da blastoderme pode variar de acordo com a espécie estudada. Em abelhas, o
processo pelo qual é formada a blastoderme consome cerca de 40% do tempo
(cerca de 30 horas) entre a oviposição e a eclosão (FLEIG & SANDER, 1985). Já no
desenvolvimento de Bombyx mori (Lepidoptera, Insecta), a blastoderme se forma 9-
10 horas após a oviposição (TAKESUE et al., 1980).
Após a formação da blástula, os grânulos de vitelo se deslocam para uma das
extremidades da blástula e aparece um espaço que é preenchido por um fluido
denominado líquido perivitelinico (FOELIX, 1996). Este estádio é chamado de
contração da blástula (FOELIX, 1996).
No próximo estádio, as células começam a migrar para um dos pólos do
embrião, formando o disco germinativo. Depois de formado o disco germinativo
30
algumas células se tornam ligeiramente elevadas na superfície do ovo formando o
cumulus, o qual migra em direção a periferia do disco germinativo (HOLM, 1940).
Alguns estudos estabelecem o cumulus como um importante sítio de comunicação
célula-célula que estabelece a polaridade axial do embrião (AKIYAMA-ODA e ODA,
2006). Akiyama-Oda e Oda (2003) encontraram no cumulus de Achaearanea
tepidariorum um sitio de sinalização do gene decapentaplegic (dpp). Na mosca-da-
fruta (Drosophila melanogaster) o gene dpp está relacionado à padronização da
região dorsal deste animal (GILBERT, 2006). Este estádio é chamado de
gastrulação. Segundo Chaw (2007), a gastrulação é um processo morfogenético que
estabelece as camadas germinativas e converte a polaridade simples do ovo em
uma organização mais complexa no embrião tardio.
A partir do disco germinativo, se origina a banda germinativa que se alonga
em torno do ovo até seus prolongamentos anterior e posterior quase se tocarem,
formando o lobo cefálico e lobo caudal (CHAW e al., 2007; McGREGOR et al.,
2008).
De acordo com Foelix (1996), o lobo cefálico, lobo caudal e somitos
metaméricos se estendem a partir de uma região chamada banda germinativa. Do
ponto de vista molecular, para a aranha Cupiennius salei, se faz necessária a
sinalização do genes Delta-Notch para a formação dos segmentos posteriores do
embrião (STOLLEWERK, et. al., 2003). O knockdown destess genes através de
RNAi resulta em uma malformação dos segmentos opistomais (SCHOPPMEIER e
DAMEN, 2005; McGREGOR et. al., 2009).
O aparecimento de um sulco longitudinal na banda germinativa marca o início
da inversão. Conforme o sulco aumenta, ele desloca cada uma das partes do ovo
até sua completa fusão na linha dorsal. Quando a forma típica do corpo das aranhas
é estabelecida chega ao fim o processo de inversão (FOELIX, 1996). E o próximo
estádio é chamado de pré-larva.
Durante o período larval, a aranha ainda possui características morfológicas
do “estágio incompleto”, apresentado alimentação endógena (HOLM, 1940). O que
não ocorre no período ninfo-imaginário, no qual, seus órgãos e sistemas já estão
formados, sendo auto-suficientes (FOELIX, 1996).
Este capítulo foi destinado à investigação do desenvolvimento embrionário da
aranha marrom L. intermedia, bem como dos envoltórios dos ovos, por meio de
31
diferentes técnicas de microscopia. A partir desta descrição morfológica, foi proposto
um sistema de estadiamento para esta espécie.
2.2. MATERIAL E MÉTODOS
1
2.2.1 Coleta e manutenção dos animais
Espécimes adultos de L. intermedia foram coletados em ambientes urbanos
de Curitiba e Ponta Grossa (PR), e acondicionados individualmente em frascos
plásticos transparentes de 150 mL ao abrigo de luz intensa. Em 2008, as aranhas
foram mantidas em temperatura ambiente, tendo sido transferidas para ambiente
climatizado (29ºC) a partir de 2009. A umidade foi mantida com algodão umedecido
e a alimentação se contituiu de larvas de besouro (Tenebrio molitor), oferecidas às
aranhas quinzenalmente.
2.2.2 Cópula
Os animais foram colocados em recipientes plásticos transparentes na
proporção de um macho para uma fêmea, mantidos em local escuro e silencioso e
monitorados constantemente até o momento da cópula. Após a cópula os animais
foram separados.
2.2.3 Coleta dos ovos
As fêmeas foram monitoradas diariamente para verificação da ocorrência de
oviposição. Após a postura, a fêmea foi retirada do recipiente, evitando-se a
ingestão dos ovos pela mesma, o que frequentemente ocorre após à manipulação.
As ootecas foram abertas com a ajuda de pinças de ponta fina e agulhas,
preservando ao máximo a sua forma para evitar a dessecação dos ovos. Para
remover os ovos da ooteca foram utilizados pincéis, e, com movimentos suaves, os
embriões foram rolados para fora da ooteca. Os embriões foram mantidos nas
ootecas, sendo alguns foram amostrados periodicamente conforme descrito abaixo,
de modo a se obter os vários estádios de desenvolvimento.
2.2.4 Observação dos Embriões Vivos
1
Maiores detalhes da obtenção dos embriões, bem como dos procedimentos analíticos utilizados, são descritos
no Capítulo III desta dissertação.
32
Pelo menos seis embriões coletados de cada ooteca utilizada foram
colocados em placas de Petri de 3 cm de diâmetro contendo parafina líquida (óleo
mineral). A parafina líquida permite que os embriões permaneçam vivos e tornam o
córion transparente, permitindo a observação diária das mudanças ocorridas nos
embriões. Estes embriões foram fotografados periodicamente através de uma
câmera digital acoplada a um esteriomicroscópio.
2.2.5 Microscopia de luz
Pelo menos seis embriões de cada estádio foram fixados em paraformaldeído
4% em tampão fosfato 0,1M, pH 7,4, por três horas, a 4ºC. Em seguida, foram
lavados em tampão fosfato 0,1M, desidratados em série crescente de etanol, com
intervalos de 10 minutos cada, e emblocados em historesina JB4 ou Leica. Cortes
seriados de 3 a 5 µm foram obtidos e, posteriormente, corados com Hematoxilina
Eosina (HE), Azul de Toluidina, PAS e Ninhidina-Shiff. As lâminas foram analisadas
e fotografadas através de uma câmera digital acoplada a um microscópio de luz.
2.2.6 Retirada dos envoltórios dos ovos
De acordo com a necessidade, é possível se retirar os envoltórios dos ovos.
Para a retirada do córion dos embriões em fase de pré-larva, os mesmos foram
lavados em hipoclorito de sódio 50%, três banhos de 5 minutos cada, sob agitação
constante e, então, lavados com água destilada.
Para a retirada da membrana vitelínica, após o procedimento descrito acima,
os embriões foram colocados em uma solução de heptano acrescido do fixador
paraformaldeído 4% (1:1 vol:vol), e mantidos sob agitação constante durante 20
minutos. Ao se notar que a membrana já estava separada do embrião foi acrescido
um volume de metanol puro, ficando a solução em uma proporção de 1:1:1, sob
agitação constante. Com a perda da membrana vitelínica (após aproximadamente
50 minutos), os embriões se depositaram no fundo do frasco. Foram, então, lavados
três vezes em metanol e nele mantidos a 4ºC até o processamento.
A metodologia acima não foi eficiente para a retirada do córion dos embriões
em estádios menos avançados. Por outro lado, estes foram fixados em Carnoy
(ácido acético: clorofórmio: álcool 100% na proporção 1:3:6) por 30 minutos.
Decorrido o tempo de fixação ocorreu o rompimento espontâneo do córion. Em
seguida, os ovos foram lavados duas vezes em álcool 90% e transferidos para uma
33
solução de tampão fosfato 0,1M, pH 7,4. A retirada da membrana vitelinica se deu
com o auxílio de alfinetes entomológicos. Os embriões foram mantidos em solução
tampão até posterior processamento.
2.2.7 Microscopia Eletrônica de Varredura
Ao menos seis amostras de embriões nos estádios de clivagem,
segmentação, inversão e pré-larva, foram submetidas à microscopia eletrônica de
varredura. Após a coleta dos ovos, esses foram fixados e submetidos ao processo
de retirada do córion, conforme descrito acima. Os que não passaram por esse
processo foram fixados em uma solução de glutaraldeído 2,5% e paraformaldeído
2% em tampão cacodilato 0,2M pH 7,4, por três horas, a 4ºC. Decorrido o tempo de
fixação, as amostras foram desidratadas em etanol e submetidas ao ponto critico
com CO
2
líquido. Na seqüência, as amostras foram fixadas em suporte apropriado e
metalizadas com ouro. Posteriormente, foram analisadas no microscópio eletrônico
de varredura
.
34
2.3. RESULTADOS
2.3.1 OVIPOSIÇÃO E AMOSTRAGEM
Embora não tenham sido feitos experimentos relacionados à reprodução da
espécie, durante a manutenção das aranhas para obtenção dos ovos, foram
observadas algumas características, que são descritas a seguir. Verificou-se que
o tempo para que ocorra a oviposição após o acasalamento pode variar de uma
semana até alguns meses. Foi observado que este tempo depende de alguns
fatores ambientais, incluindo a época do ano, uma vez que, mesmo mantidas em
ambiente climatizado (29
o
C) e em condições ideais de umidade e alimentação, as
aranhas dificilmente realizam cópula e não depositaram ovos no período entre
abril e agosto de 2009. Uma mesma fêmea pode depositar ovos mais de uma vez,
tendo realizado apenas uma cópula. Quando esse evento acontece o tempo
decorrente entre uma postura e outra é de aproximadamente um mês.
No presente estudo, foi constatado que as temperaturas mais altas
influenciam positivamente na oviposição, porém apenas nos meses de primavera
e verão, que possivelmente sejam o período mais comum para a reprodução da
espécie. No entanto, durante o período em que elas normalmente não se
reproduzem (outono/inverno), as temperaturas mais altas não tiveram nenhuma
influência, sugerindo a existência de um ritmo biológico independente da
temperatura.
Uma vez que se verificou uma maior freqüência de oviposição nas fêmeas
que copularam naturalmente no ambiente antes de serem coletadas, quando
comparadas àquelas cuja cópula foi induzida em laboratório, foram realizadas
freqüentes coletas de adultos para tentar sanar a falta de ovos no período
supracitado. Estas coletas foram realizadas em quintais de residências na cidade
de Curitiba e resultaram em um estoque de cerca de 150 aranhas adultas no
Laboratório de Biologia do Desenvolvimento (Departamento de Biologia Celular,
UFPR). Mesmo assim, não houve sucesso na obtenção de ovos no período de
maio a setembro.
A partir de setembro de 2009, no entanto, as aranhas passaram a botar
grande número de ovos. Além dos ovos depositados no Laboratório de Biologia do
Desenvolvimento, os ovos provenientes das aranhas do Laboratório de Matriz
Extracelular e Biotecnologia de Venenos (Departamento de Biologia Celular, UFPR)
35
também passaram a ser utilizados no presente estudo. Com isso, obteve-se número
suficiente de embriões para a conclusão das análises.
2.3.2 DESCRIÇÃO DOS ENVOLTÓRIOS DOS OVOS
O córion é composto de grânulos esféricos aderidos a uma banda contínua ao
redor do ovo. Ao microscópio eletrônico de varredura, observou-se que os grânulos
do córion apresentam tamanhos variados, estando os menores aderidos a uma
superfície que acompanha o ovo (Fig. 2.1A), enquanto os maiores formam grumos
mais salientes (Fig. 2.1B). Os grânulos do córion apresentam reação negativa ao
azul de toluidina (Fig 2.1C) e ao PAS (2.1D) e positiva ao Ninhidrina-Schiff (Fig
2.1E), indicando que são compostos de proteínas básicas.
A membrana vitelínica, situada logo abaixo do córion, apresentou-se, como
uma linha muito fina à microscopia de luz (Fig. 2.1F). Ao microscópio eletrônico de
varredura, observou-se o envoltório vitelínico como uma membrana lisa que encobre
todo o embrião (Fig. 2.1G e 2.1H).
36
Figura 8.
Envoltórios dos embriões de Loxosceles intermédia.
A-D) Microscopia Eletrônica
de Varredura.. E-H) Cortes histológicos. A) Observar a presença de grânulos pequenos
aderidos sobre a superfície do córion. B) Notar a presença de grânulos de diversos
tamanhos sobre o córion (setas). C) Embrião que teve o seu córion removido e apresenta
apenas o envoltório vitelínico. D) Embrião cortado ao meio. Símbolos: c: córion; ev:
envoltório vitelínico. E) Coloração azul de toluidina. F) Coloração PAS. G) Coloração
Ninhidrina-Schiff. H) Coloração HE. Símbolos:Cabeça de seta: envoltório vitelínico; seta:
córion; v: vitelo. Escala: 100 µm. As inserções nas figuras são aumentos maiores das
regiões indicadas por retângulos sobre as mesmas.
37
2.3.3 DESENVOLVIMENTO EMBRIONÁRIO
O desenvolvimento embrionário de L. intermedia foi dividido em 10 estádios
de acordo com as alterações nas características morfológicas observadas ao longo
do tempo. A Tabela 2 sumariza os principais eventos que caracterizam cada estádio
embrionário desta espécie. Em seguida, são descritas as principais características
morfológicas que caracterizam cada um destes estádios.
2.3.2.1 Estádio 1: Zigoto (< 24h após a oviposição)
Logo após a oviposição, foi possível observar os grânulos de vitelo
distribuídos de maneira homogênea por todo o citoplasma (Fig 2.2A, 2.2B). Estes
grânulos aparecem corados pela eosina e fracamente corados com azul de toluidina
(Fig 2.2C). Apresentaram, ainda, reação positiva para o PAS (Fig 2.2D) e Ninhidrina-
Schiff (Fig 2.2E).
Abaixo do envoltório vitelínico, está o citoplasma cortical ou periplasma (Fig.
2.2F), que forma uma camada contínua na periferia da célula. Nas lâminas
observadas, não foi possível verificar o núcleo, que, possivelmente localiza-se entre
os grânulos de vitelo, em uma posição mais ou menos central.
Figura 9.
Embriões de Loxosceles
intermedia no estádio 1 (Zigoto) A)
Embrião vivo de L. intermedia em parafina
líquida 4 horas após a oviposição. C) Corte
histológico de embrião corado com HE. C)
Corte histológico de embrião corado com
azul de toluidina. Símbolos: v: vitelo. Barra:
100 µm.
38
Tabela 1. Estádios do Desenvolvimento Embrionário de Loxosceles intermedia.
Estádio
dpo*
Principais eventos
Estádio 1 Zigoto < 1
- grânulos de vitelo distribuídos
homogeneamente;
- presença de citoplasma cortical.
Estádio 2 Clivagem 1
- cariocinese
- arranjo radial do vitelo.
Estádio 3 Formação da blástula 2 – 4
- núcleos atingem a periferia do embrião;
- formação da blastoderme sincicial;
- celularização da blastoderme
- presença de vitelócitos.
Estádio 4 Contração da blástula 5 – 6
- alteração do formato da blástula de
esférica para elíptica
- aparecimento do espaço perivitelínico.
Estádio 5
Formação do
disco germinativo
7
- células se agrupam em um dos pólos do
embrião formando o disco germinativo.
Estádio 6 Gastrulação 8 – 12
- aparecimento da placa primitiva e do
cumulus;
- migração do cumulus em direção a borda
do disco germinativo.
Estádio 7 Segmentação 14
- formação dos primórdios das pernas,
pedipalpos, quelíceras e dos segmentos
do abdômen.
Estádio 8 Inversão 16 – 23
- formação de um sulco ventral na linha
mediana;
- deslocamento e fusão das paredes
laterais do corpo na linha média dorsal;
- a forma típica do corpo das aranhas é
estabelecida.
Estádio 9 Pré-larva 24
- ainda se apresenta imóvel e envolto pelo
córion;
- segmentação incompleta das pernas.
Estádio
10
Eclosão 30
- o córion é rompido;
- apresenta pouca mobilidade;
- segmentação incompleta das pernas.
* dpo: dias após a oviposição (tempo aproximado)
39
2.3.2.2 Estádio 2: Clivagem (1 dia após a oviposição [dpo])
A clivagem de L. intermedia é do tipo superficial e os núcleos localizados na
região central do ovo são envolvidos por pouco citoplasma. Ao longo desse estádio,
o vitelo sofre reorganização, sendo possível observar o arranjo radial de seus
grânulos, bem como de porções de citoplasma (Fig. 2.3A), através das quais,
possivelmente, os núcleos se deslocam para formar, em seguida, a blastoderme.
No interior do embrião é possível observar a presença de núcleos resultantes
da cariocinese (Fig. 2.3B). Cortes seriados, corados com HE, permitiram a
localização de 10 núcleos reconhecidos por sua basofilia (Fig. 2.3C e 2.3D). Um
desses núcleos estava localizado próximo à periferia do ovo claramente relacionado
com o raio de citoplasma conectado ao periplasma (Fig 2.3C. Os outros núcleos
observados encontravam-se em porções de citoplasma localizado centralmente e
envoltos por grânulos de vitelo (Fig. 2.3D).
Figura 10.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 2 (Clivagem) A) Corte histológico
corado com HE. Observar o arranjo radial do vitelo (v). B) Embrião em parafina líquida com 1 dpo.
Notar a presença de núcleos (seta). C e D) Cortes histológicos corados com HE, evidenciando
núcleos, que possivelmente estão migrando para a periferia do ovo. Barra: 100 µm.
40
2.3.2.3 Estádio 3: Formação da Blastoderme (2 a 4 dpo)
Após a clivagem, os núcleos atingiram a periferia do ovo (sincício) e
passaram a ser circundados por porções distintas de citoplasma, formando a
blastoderme sincicial (Fig. 2.4A). Após este evento, ocorre a celularização da
blastoderme (Fig. 2.4B), na qual se pode observar claras delimitações
citoplasmáticas contendo os núcleos centralmente (Fig. 2.4C e 2.4D).
Foram observadas células grandes que não alcançaram a periferia do ovo,
permanecendo no citoplasma central . Estas células, que são denominadas
vitelócitos, possuem núcleo claro e são envolvidas por grânulos de vitelo. É
interessante notar que o vitelo apresentou um aspecto mais granular, aumentando a
quantidade de espaços correspondes a imagens negativas de gotículas lipídicas.
Figura 11.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 3 (Formação da Blastoderme).
Embriões de L. intermedia em parafina líquida com A) 2 dpo: blastoderme sincicial e B) 4 dpo,
celularização da blástula (blastoderme celular). Observar as células individualizadas (seta). C
e D) Cortes histológicos de embriões em estádio de blástula (4 dpo) corado com HE. Notar a
presença de células que constituem a blastoderme (setas). D) Corte de embrião evidenciando
um vitelócito (cabeça de seta). L: imagem negativa de gotícula lipídica no vitelo. Barras: 100
µm.
41
2.3.2.4 Estádio 4: Contração da Blástula (5 e 6 dpo)
Com o passar do tempo, foi observado que as células da blastoderme
continuam se multiplicando e diminuindo simultaneamente de tamanho, de modo a
manter o tamanho do embrião após vários ciclos celulares (Fig. 2.5A). Neste estádio,
se iniciam movimentos morfogenéticos, que resultam na contração da blástula,
levando à alteração de forma do embrião, que passa de esférica à elíptica (Fig.
2.5B). Uma vez que não ocorre alteração no córion, conforme esta contração
acontece, o espaço perivitelino se torna mais amplo e ocorre o aparecimento de um
líquido claro (líquido perivitelínico). O embrião assume uma posição excêntrica
dentro dos envoltórios (Fig.2.5B).
Figura 12.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 4 (Contração da Blástula)
Embriões em parafina líquida com A) 5 dpo; início da contração da blástula. B) 6 dpo:
contração tardia da blástula. Seta = espaço perivitelínico. C e D) Cortes histológico de
embriões com 5 dpo corados com HE. Cabeça de seta: células da blastoderme; seta:
espaço perivitelínico. Barras: 100 µm.
42
2.3.2.5 Estádio 5:
Formação do disco germinativo (7 dpo)
Imediatamente após a contração da blástula, ocorre a polarização do
embrião, sendo que, em conseqüência de movimentos morfogenéticos, algumas
células se agruparam em um dos pólos, para formar o disco germinativo. No qual
ocorre o processo de formação dos folhetos germinativos enquanto o vitelo se
distribuiu por todo o restante do embrião (Fig. 2.6A, 2.6B e 2.6C). Estas células
adquirirem características próprias, passando de pavimentosas a esféricas, com
núcleos fortemente basófilos.
2.3.2.6 Estádio 6: Gastrulação (8 a 12 dpo)
Pode-se notar no disco germinativo, o aparecimento de um grupo de células
(placa primitiva) (Fig. 2.7A e 2.7B). Próximo a essa placa primitiva aparece uma
A
Figura 13.
Embriões de Loxosceles intermedia
no estádio 5 (Formação do disco germinativo)
Embriões de L intermedia em parafina liquida
com 7 dpo. A) inicio da formação do disco
germinativo () em um determinado pólo do
embrião. B) embrião com o disco germinativo
formado (). C) Corte histológico corado com
HE. Observar as células do disco germinativo
(setas) concentradas em um dos pólos do
embrião (setas). Barras: 100 µm.
43
protuberância maior do epitélio de revestimento, que é chamado de cumulus (Fig
2.7C). Ao longo do estádio, o cumulus se desloca em linha reta em direção a borda
do disco germinativo chamamos este movimento de extensão convergente (Fig.
2.7D).
2.3.2.7 Estádio 7: Segmentação (13 - 15 dpo)
A partir do 13º dia após a oviposição, ocorreu a formação da banda
germinativa (Fig. 2.8A), onde as regiões cefálica e caudal do animal são
estabelecidas. Partindo da banda germinativa, se deu o início da segmentação do
embrião, com a formação de saliências discretas (Fig. 2.8B e 2.8C). Com o
desenvolvimento, as saliências se projetam para fora, originando os primórdios das
pernas (Fig. 2.8D e 2.8E), pedipalpos, quelíceras e os segmentos do abdômen
(2.8F). Em cortes histológicos se percebe que os grânulos de vitelo perdem seu
Figura 14.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 6 (Gastrulação) A) Corte histológico de
embrião com 9 dpo. Notar a presença de células que formam a placa primitiva (cabeça de seta).
Coloração H.E. B) Embrião em parafina líquida com 10 dpo. Observe o aparecimento do cumulus
(C) no centro do disco germinativo. C e D) Embrião em parafina líquida com 12 dpo, migração do
cumulus para a borda do disco germinativo. Seta: direção em que o cumulus migra.Barras: 100
µm.
44
aspecto vacuolizado e se apresentam de maneira mais homogênea (Fig. 2.8 G e
2.8H).
Figura 15.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 7 (Segmentação) Embriões em
parafina líquida. A) 13 dpo, início da segmentação. A linha vermelha indica as bordas da
banda germinativa. B) 14 dpo, vista lateral. C) 15 dpo, vista lateral. E) 16 dpo vista lateral F)
16 dpo vista ventral. Embriões em Microscopia Eletrônica de Varredura. G) 16 dpo, vista
lateral. H) 16 dpo vista ventral. Seta: inicio da segmentação; p1, p2, p3 e p4: primórdios dos
pares de pernas 1, 2, 3 e 4, respectivamente; pp: primórdio do pedipalpo; LCF: lobo
cefálico; LCD: lobo caudal; SA: segmentos abdominais. Barras: 100 µm.
45
2.3.2.8 Estádio 8: Inversão (16 a 23 dpo)
Em L. intermedia, o processo de inversão ocorre a partir do 16º dpo (Fig.
2.9A, 2.9B, 2.9C e 2.9D), quando há a formação de um sulco mediano. Conforme o
sulco aumenta, observa-se o deslocamento de cada uma das laterais do embrião
para a região dorsal, expondo, assim, a massa de vitelo ventralmente à linha
mediana (Fig. 2.9E e 2.9F). Ao microscópio eletrônico de varredura, é possível
visualizar a massa de vitelo sendo exposta bem como as laterais do corpo e a
formação dos segmentos abdominais (Fig 2.9D e 2.9F). As paredes laterais do corpo
se fundem na linha média dorsal. Quando a forma típica do corpo das aranhas é
estabelecida e o embrião encobre toda a massa de vitelo, chega ao fim o processo
de inversão (Fig.2.9G e 2.9H).
Figura 16.
Cortes histológicos de embriões de Loxosceles intermedia no estádio 7
(Segmentação) . A) 14 dpo. B)15 dpo. C) 16 dpo. Setas: segmentos das pernas sendo
formadas. Coloração: HE Barra: 100 µm.
46
Figura 17.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 8 (Inversão) – I. Embriões em
parafina líquida (A, C, E) e Microscopia Eletrônica de Varredura (B, D, F). A e B) 16 dpo,
início da inversão (vista ventral), C e D) Vista lateral. E e F) 18 dpo (vista ventral). Setas:
linha mediana ventral Barra: 100 µm.
47
Figura 18.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 8 (Inversão) – II. Embriões em
Microscopia Eletrônica de Varredura (A, B, D, F) e em parafina líquida (C, E). A) 20 dpo,
embrião se encontra no meio do processo da inversão (vista ventral). B) 22 dpo, vista
lateral. C e D) 23 dpo (vista ventral), E e F) 24 dpo, término da inversão (vista lateral). Seta:
sentido que as bordas do embrião seguem até sua fusão na linha dorsal, (*): segmentos
abdominais, V: massa de vitelo. Barras: 100 µm.
48
2.3.2.9 Estádio 9: Pré-larva (24 a 29 dpo)
O próximo estádio é chamado de pré-larva. Neste período, observa-se que o
embrião ainda está envolto pelo córion, não possui movimentação e a segmentação
das patas é incompleta (Fig.2.10A, 2.10B, 2.10C). Ao microscópio eletrônico de
varredura, pode-se observar que os segmentos abdominais e a região da boca já
estão formados (Fig. 2.10D e 2.10E).
Também se nota que a pré-larva não possui a formação completa de órgãos,
apresentando grande quantidade de vitelo na região do abdome (Fig. 2.10F e
2.10G), indicando que a alimentação continua sendo endógena.
A região do cefalotórax apresenta menor quantidade de grânulos de vitelo que
o abdome, porém, é rico em células pequenas, com citoplasma escasso, e com
núcleos arrendondados e intensamente basófilos (células do tipo I). Em diversas
regiões do cefalotórax estas células se organizam formando estruturas tubulares ou
esféricas, correspondentes aos futuros órgãos presentes nesta região (tubo
digestório, sistema circulatório, sistema nervoso entre outros), que de modo geral
são amplamente ramificados.
Nesta região, verificam-se ainda agrupamentos de células alongadas com
citoplasma acidófilo e núcleos alongados e cromatina com aspecto granular (células
do tipo II). Estas células possivelmente são células precursoras de miócitos, que se
agrupam para formar músculos em regiões específicas.
Também é possível observar o cérebro sendo formado no cefalotórax da pré-
larva. Esta região possui uma grande quantidade de células do tipo I, elas se
organizam de maneira que formam uma estrutura semelhante a um “H”, e ao redor
dessa região observamos pequenas estruturas que parecem formar as ramificações
existentes no sistema nervos das aranhas.
Foi verificada ainda a presença de pequenos agrupamentos de células
(células do tipo III) com diâmetro maior que a maioria das células do cefalotórax
(células do tipo I), com citoplasma abundante e acidófilo e núcleo com aspecto mais
eucromático que a maioria das células desta região (células do tipo I).
O abdome é circundado por uma única camada de células pavimentosas. É
preenchido em sua maioria por grânulos de vitelo, havendo pequenos grupamentos
de células com aspecto semelhante àquelas predominantes no cefalotórax (células
do tipo I). Estas são mais abundantes na região de ligação entre o cefalotórax e
abdome.
C
F
49
Verificou-se também a presença, tanto no cefalotórax quanto no abdome, de
células gigantes com amplo citoplasma acidófilo e um núcleo grande com aspecto
granular. Acredita-se se tratar dos vitelócitos. Estas células se localizam
necessariamente na interface dos grânulos de vitelo com os grupos de células.
As pernas e pedipalpos também são preenchido por células semelhante
àquelas predominantes no cefalotórax (células tipo I). na região central destes
apêndices, frequentemente se observa uma ou mais cavidades, nas quais muitas
vezes se observa a presença de pequenos grupos de células do tipo II.
Figura 19.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 9 (Pré-larva - 26 dpo) Embriões
em parafina líquida (A, C, E) e Microscopia Eletrônica de Varredura (B, D, F). A e B) Vista
lateral. C e D) Vista dorsal. E e F) Vista ventral.). Ab: abdome; C: cefalotórax; seta amarela:
quelíceras; seta azul: pedipalpo; setas vermelhas: pernas. Barra: 100 µm.
50
Figura 20.
Cortes histológico de embriões de Loxosceles intermedia no estádio 9 (pré-
larva) A, B, C e D) Cortes transversais, mostrando o arranjo de células que possivelmente
irão formar o cérebro (setas). E) Corte longitudinal. F) Células do tipo I (seta vermelha) –
barra: 200 µm. G) células do tipo III (seta amarela) – barra: 200 µm. H) Células do tipo II
(seta verde) – barra: 200 µm. I e K) Corte longitudinal, evidenciando o arranjo de células
que possivelmente irão formar o tubo digestório (seta branca), cabeça de seta: boca, pp:
pedipalpo . J) vitelócitos (seta laranja) – barra: 200 µm. Ab: região do abdome; (*): vitelo.
Coloração: HE. Barras: 100 µm.
51
2.3.2.10 Estádio 10: Eclosão (30 dpo)
Antes da eclosão, o córion se apresenta mais frágil. Tal fato foi observado
devida a maior facilidade na sua retirada quando os ovos estão prestes a eclodir.
No momento da eclosão, os embriões ainda se encontram no estádio de pré-
larva (Fig. 2.11 A e 2.11B). Neste momento os embriões ainda possuem
segmentação incompleta das pernas, alimentação endógena, e pouca
movimentação. Após a ruptura do córion, a pré-larva realiza movimentos sutis até
remover completamente o envoltório.
Após alguns dias, ocorrem modificações na pré-larva, como observado na
Fig. 2.11C, onde nota-se a segmentação completa das pernas, aparecimento de
poucos pelos no corpo e aumento da capacidade de movimento, atingindo, assim, o
estádio de larva.
Figura 21.
Embriões de Loxosceles intermedia no estádio 10 (Eclosão) e Larva. A e B) Pré-
larva de L. intermedia em parafina líquida e MEV, respectivamente, logo após a eclosão. C)
Pré-larva sem o córion em Microscopia Eletrônica de Varredura. D) Aranha em estádio de
larva. Seta: córion rompido. Barras: 100 µm.
52
2. 4 DISCUSSÃO
2.4.1 Descrição dos envoltórios dos ovos
Os ovos dos artrópodes possuem duas camadas de revestimento: o córion e
a membrana vitelínica. Esse padrão de revestimento é seguido na espécie L.
intermedia. O córion é mais externo e funciona como uma barreira de proteção entre
o ovo e meio. Sua constituição pode variar quando se compara diversos grupos de
insetos, crustáceos e aranhas. No entanto verificou-se que os envoltórios sempre se
apresentam altamente resistentes, sendo que esse padrão foi observado em insetos
Lytta viridana (REMPEL, 1965; SWENNY et al., 1967; GERRITY et al., 1987);
Drosophila sp. (PASCUCCI et al., 1996); e em insetos que pertencem à ordem
Phastodea (MASSIMO et al., 1993).
Os ovos de insetos que pertencem à família Acrididae possuem uma camada
acima do córion que é constituído por um material amorfo e mucoso que
gradualmente vai desaparecendo (VISCUSSO, 1984). Além desta camada mucosa,
existe uma outra camada constituída inteiramente por grânulos proteináceos que
permanecem na superfície do ovo até a eclosão.
Nos ovos de L. intermedia o córion também é constituído por componentes
possivelmente de natureza protéica, uma vez que se cora intensamente pela eosina
e pela Ninhidrina-Shiff (que evidencia proteínas básicas). Por outro lado, estes
grânulos apresentaram reação negativa ao PAS, confirmando que não são formados
por carboidratos.
Ao microscópio eletrônico de varredura, o córion de L. intermedia apresenta
grânulos esféricos de vários tamanhos. Humphreys (1983) analisou o córion de
quatorze espécies de aranhas pertencentes a oito famílias e constatou que este
aspecto granular do córion parece ser comum neste grupo. Os ovos de Pholcus
phalangioides apresentam uma distribuição dos grânulos do córion semelhante ao
que foi observado em L. intermedia.
A membrana vitelínica se apresenta como uma linha delgada abaixo do
córion. Rempel (1957) sugere que o controle da entrada do espermatozóide deve
ser feito pela membrana vitelínica já que ele passaria sem grandes dificuldades pelo
córion. O controle da fecundação pela membrana vitelina é um fato comum não
apenas nos artrópodes, mas na maioria dos animais (GILBERT, 2006)
53
2.4.2 Desenvolvimento embrionário
2.4.2.1Estádio 1: Zigoto (< 24h após a oviposição)
Embora a maioria dos autores relatem que a fertilização em aranhas ocorre
após a oviposição, Suzuki (1995) relata a presença do núcleo do espermatozóide
dentro do ovo de Achaearanea, quando este se encontra ainda no oviduto,
sugerindo que a fertilização tenha ocorrido dentro do corpo da fêmea.
De acordo com Foelix (1996), uma hora após a oviposição o núcleo
espermático já está se movendo em direção ao centro do ovo. Neste momento o
pronúcleo feminino acaba de completar a segunda divisão e também está a caminho
do centro do ovo. Montgomery (1909) e Rempel (1957) observaram que para
Latrodectus mactans, a fusão do prónucleos masculino e feminino ocorre
aproximadamente quatro horas após a oviposição. No desenvolvimento embrionário
do inseto Ephemera japonica, a formação do zigoto ocorre 5 a 6 horas após a
oviposição e a fertilização é completada (TOJO e MACHIDA, 1998).
Logo após a oviposição pudemos perceber que para L. intermedia os
grânulos de vitelo dispostos de maneira homogênea por todo o ovo, e que logo
abaixo do envoltório vitelínico se encontra o citoplasma cortical ou periférico E como
não visualizamos os pronúcleos masculino e feminino nos ovos coletados logo após
a postura, não podemos afirmar que eles já estavam fertilizados.
2.4.2.2 Estádio 2: Clivagem (1 dia após a oviposição [dpo])
Os ovos da aranha L. intermedia são do tipo centrolécitos, isto é, o vitelo está
localizado no centro do ovo. Outros grupos de artrópodos como a Macrobrachium
acanthurus (Crustacea) (BRESSAN e MÜLLER, 1997); Ephemera japonica (Insecta)
(TOJO e MACHIDA, 1998) e Drosophila melanogaster (Insecta) (GILBERT, 2006)
também apresentam esta disposição central do vitelo.
Gilbert (2006) observa que, aliado a outros fatores, o vitelo pode influenciar o
padrão de clivagem de uma espécie, uma vez que a presença dele em grande
quantidade pode impedir a divisão total do ovo.
Em L. intermedia o vitelo sofre rearranjo à medida que o desenvolvimento
progride. Sendo possível observar o arranjo radial dos grânulos de vitelo, que
provavelmente é conseqüência da organização de raios de citoplasma que se
54
dirigem para a periferia do ovo. Esses raios de citoplasma são usados pelos núcleos
em mitose que migram gradualmente para a região periférica do ovo.
A clivagem de L. intermedia é do tipo superficial. Os núcleos se dividem, mas
o citoplasma ao seu redor não acompanha esse ciclo. Wolf (1976) e Gilbert (2006)
chamam o conjunto formado pelo citoplasma e os núcleos resultantes da clivagem
de enérgides, que são mantidos em associação devido à interação com os
microfilamentos e microtúbulos. Depois de algumas divisões, as enégides migram
para a periferia. Quando esses núcleos atingem a periferia são envolvidos pelo
citoplasma periférico. Foram visualizados cerca de 10 núcleos no embrião de L.
intemedia 24 h após a fertilização.
Em Drosophila, quinze minutos após a entrada do espermatozóide se forma o
zigoto e a primeira divisão ocorre dentro do ovo. As divisões nucleares ocorrem
sincronicamente. Durante as sete primeiras divisões os núcleos são rodeados de
citoplasma e a partir da nona divisão os núcleos começam a migrar para a periferia
do ovo (TURNER e MAHOLWALD, 1976).
De acordo com Tojo e Machida (1998), para Ephemera japonica, a primeira
clivagem ocorre aproximadamente 10 horas após a fertilização, sendo que as
demais clivagens acontecem em um intervalo de 9 horas. E após a sexta clivagem
muitos núcleos já se encontram no periplasma. Em Agelena labirintica, a clivagem
se inicia aproximadamente 8 horas após a oviposição (hpo). Oito núcleos podem ser
observados entre o centro e a periferia do ovo 16 hpo (HOLM, 1952). Em
Latrodectus mactans, a clivagem começa 9 horas após a fertilização, sendo que esta
ocorre 3 a 4 hpo. Nas quatro primeiras clivagens, o padrão de divisão é regular e
sincrônico. Da quinta divisão em diante esse padrão se torna irregular (REMPEL,
1957).
O padrão de clivagem superficial é seguido na maioria dos artrópodos e já foi
observado em insetos como, por exemplo, Lytta Viridiana (Sweeny et al., 1967),
Ephemera japonica (TOJO e MACHIDA, 1998) e Drosophila melanogaster (TURNER
e MAHOWALD, 1976). Porém, em outros insetos e outros artrópodos como
ácaros, crustáceos e até mesmo algumas espécies de aranhas, o padrão de
clivagem pode ser um pouco modificado. Como exemplo, o crustáceo
Macrobrachium carcinus, segue o padrão de clivagem superficial até o estádio de 16
células, entre os estádios de 16 a 32 células seguem o padrão de segmentação
total, permanecendo assim até atingir 128 células, no qual não se visualizam os
55
limites celulares e o desenvolvimento embrionário segue o modelo de segmentação
superficial (Müller, 1984). Suzuki e Kondo (1995) relataram que, no desenvolvimento
embrionário inicial da aranha A. japonica, devido às invaginações das membranas
celulares e ao arranjo piramidal do vitelo, ocorre um tipo especial de segmentação
total (holoblástica).. Um outro tipo de segmentação é a que ocorre em Pedetontus
unimaculatus, descrita por Machida et.al (1990), onde até o estádio de 500 núcleos a
clivagem é do tipo total. A partir desse estádio ocorre a transição para a clivagem
superficial.
2.4.2.3 Estádio 3: Formação da Blastoderme (2 a 4 dpo)
Quando os núcleos atingem a superfície do ovo de L. intermedia, tem inicio a
formação da blastoderme sincicial e, algum tempo depois, a blastoderme celular.
Estas células são pavimentosas e possuem núcleos grandes.
Tekesue et al. (1980) relataram que, no inseto Bombyx mori é possível
visualizar microprojeções na superfície do ovo quando os núcleos chegam à
periferia. Em L. intermedia não foi visualizado nada semelhante, pois a superfície do
ovo apresentou-se lisa em todo o desenvolvimento através das técnicas utilizadas
no presente estudo.
O processo de formação da blástula de L. intermedia é longo se comparado
com outras aranhas. Chaw et al. (2007), relataram que, em Zygiella x-notata, a
blastoderme se forma 18 horas após a oviposição (hpo). Rempel (1957) observou
para Latrodectus mectans que a blastoderme sincicial ocorre 25 hpo e após cinco
horas começam a se formar as membranas celulares (citocinese). Para Agelena
labirintica as células se individualizam 35 hpo, formando a blastoderme com células
grandes e achatadas que envolvem toda a massa de vitelo (HOLM, 1952).
No presente estudo, verificou-se que esse processo ocorre aproximadamente
em 96 horas em embriões de L. intermedia. Para outros artrópodos como, por
exemplo, as abelhas, a blastoderme forma-se 30 hpo, sendo que os autores Fleig e
Sander (1985) consideram este um período longo.
Durante o desenvolvimento embrionário de aranhas, vários autores se
referem a um tipo de célula que permanece entre os grânulos de vitelo, o vitelócito, o
qual engloba ativamente o vitelo (Montgomery, 1909; Holm, 1952; Rempel, 1957;
Lambert, 1909). Ou autores referem-se a estas células como derivados da
blastoderme da qual se desprendem.
56
Os vitelócitos não estão presentes apenas no desenvolvimento embrionário
de aranhas, mas também em muitos insetos. Em Ephemera japonica eles aparecem
assim que a blastoderme é formada (TOJO e MACHIDA, 1998). No desenvolvimento
de Pedetontus unimaculatus, o autor descreve dois tipos de vitelócitos: os vitelócitos
primários que são formados logo quando a blastoderme é formada e os vitelócitos
secundários que ocorrem adjacentes à blastoderme (MACHIDA et. al, 1990).
As observações do presente estudo, provavelmente estão mais de acordo
com as de Holm (1952) que as descreve como “células de vitelo”, resultantes de
núcleos que permanecem em localização mais central, mergulhados em porções
remanescentes do citoplasma.
2.4.2.4 Estádio 4: Contração da Blástula (5 e 6 dpo)
Assim que a blastoderme é formada, tem-se o início um outro estádio
chamado de contração da blástula. Suzuki e Kondo (1994) dividem a contração da
blástula em duas etapas: primeiro a contração do vitelo seguida da contração da
blastoderme. Este evento não foi observado em L. intermedia.
Yoshikura (1972) descreve para a aranha Ummidia fragaria que, à medida
que acontece a contração da blástula, ocorre o aparecimento de um líquido claro, o
qual Foelix (1996) chama de líquido perivitelínico e que, à medida que as células se
dirigem para um dos pólos do ovo, a quantidade de líquido perivitelínico se torna
mais evidente. Segundo Suzuki e Kondo (1995), em Achaearanea japonica a
contração da blástula ocorre duas a três horas após a formação da blastoderme,
quando é observado o aparecimento do espaço perivitelínico.
Para L. intermedia foi possível visualizar este estádio quando os embriões
estavam mergulhados em parafina líquida, meio no qual o córion fica completamente
transparente e permite a observação do embrião vivo, demorando cerca de 24 horas
após a formação da blástula.
2.4.2.5 Estádio 5:
Formação do disco germinativo (7 dpo)
Suzuki e Kondo (1995) relataram que a concentração das células da
blastoderme no estádio de contração da blástula pode estar relacionado com a
formação das células do disco germinativo. Nas observações dos embriões de L.
intermedia em parafina líquida pode-se acompanhar a movimentação que resulta na
concentração das células em um dos pólos do ovo, bem como o deslocamento do
57
vitelo para a área restante. Em cortes histológicos, foi verificado que o disco
germinativo é constituído por células localizadas como uma banda que repousa
sobre o vitelo.
Assim que é formado o disco germinativo, as células perdem suas
características das células da blastoderme que eram pavimentosas e passam a
adquirir características celulares próprias. Em A. japonica as células passam a ser
esféricas e ficam no pólo superior do ovo (SUZUKI e KONDO, 1995) enquanto que,
em Latrodectus mactans as células que eram pavimentosas passam a ter a forma
colunar (REMPEL, 1957). Em L. intermedia as células que eram pavimentosas na
blastoderme passam a ser esféricas, com núcleos com intensa basofilia e,
citoplasma eosinofílico.
2.4.2.6 Estádio 6: Gastrulação (8 a 12 dpo)
Durante a gastrulação, há a formação dos folhetos embrionários ectoderme,
mesoderme e endoderme. Segundo Chaw et al. (2007), estudos com aranhas
mostram que os embriões internalizam dois tipos distintos de células. Primeiramente,
há a internalização de uma parcela da blastoderme, formando uma pequena região
de células chamada de placa primitiva. Associado à placa primitiva, uma segunda
pequena população de células formam o cumulus. Esse padrão é seguido em L.
intermedia, na qual foi observada a formação da placa primitiva e do cumulus
através da utilização da parafina líquida.
Segundo Akiyama-Oda e Oda (2003), durante a formação da placa primitiva
há um recuo, que geralmente e chamado de blastóporo. Com as técnicas utilizadas
no presente estudo, não foi possível constatar a ocorrência desse recuo em L.
intermedia.
As células relativas ao cumulus migram até a periferia do disco germinativo,
enquanto que as células que vão constituir a mesoderme e a endoderme continuam
a ser internalizadas a partir da blastoderme. Este padrão geral é seguido pela
maioria das aranhas araneomorfas e é considerado o modelo canônico da
gastrulação em aranhas (ANDERSON, 1973; FOELIX, 1996). Este processo pelo
qual o cumulus passa quando migra do centro do disco germinativo para a periferia
é chamado de extensão convergente.
De acordo com Chaw et al. (2007), a gastrulação da aranha Zygiella x-notata
é dividida em três fases. A fase I compreende a formação do blastóporo, que
58
envolve o ingresso de pelo menos 20 células da blastoderme. A fase II começa
quando as células que formam o cumulus começam a migrar para a periferia do
disco germinativo. E a fase III envolve um mecanismo diferente, o qual formará o
lobo caudal.
2.4.2.7 Estádio 7: Segmentação (14 - 15 dpo)
Após a formação do lobo caudal, o disco germinativo se separa em duas
partes que migram em direções opostas, dando origem a uma banda germinativa
(Holm, 1952, 1954; Rempel, 1957; Suzuki e Kondo, 1995; Akiyama-Oda e Oda,
2003). Esta banda germinativa alonga-se em torno do ovo até que seus
prolongamentos anterior e posterior quase se tocam (CHAW e al., 2007;
McGREGOR et al., 2008). Nos embriões de L. intermedia em parafina líquida foi
possível observar a presença desta banda germinativa ao redor do ovo. A partir da
banda germinativa são formados os segmentos abdominais, das pernas, quelíceras
e pedipalpos.
É durante este estádio que o plano básico do corpo dos artrópodos é definido.
Segundo Akiyama-Oda e Oda (2008), um eixo de simetria bilateral pode ser
colocado paralelamente a linha mediana da banda germinativa, e é chamando
normalmente de eixo ântero-posterior. Já, o eixo perpendicular que vai do tecido
extra-embrionário até a linha média da banda germinativa é denominado eixo dorso-
ventral.
As modificações nestes eixos embrionários podem ocorrer naturalmente ou
serem induzidas experimentalmente (HOLM 1952; SEKIGUCHI 1957; SEITZ 1970;
ITOW et al. 1991; SEKIGUCHI 1999; AKIYAMA-ODA e ODA 2006). McGregor et al.
(2008) mostraram que a ausência do gene Wnt8 causa a ampliação do eixo ântero-
posterior dos segmentos das pernas 3 e 4 e a perda dos segmentos abdominais.
Para L. intermedia não existe até o momento nenhum estudo que defina esta
padronização dos eixos embrionários em nível molecular.
De acordo com Chan et. al, (2004), o grupo dos quelicerados possui uma
segmentação corporal específica que outros artrópodes não apresentam: a região
anterior, ou prossoma, e a região posterior ou opistossoma. Na região do prossoma
são encontrado sete segmentos, o qual engloba os segmentos oculares, os
segmentos que possuem as quelíceras, pepipalpos e quatro pares de pernas.
59
2.4.2.8 Estádio 8: Inversão (16 a 23 dpo)
Após a gastrulação outro notável movimento morfogenético ocorre, é a
inversão. Segundo Foelix (1996), o processo de inversão ocorre na maioria das
aranhas, exceto as Mesothelae e certas espécies da Orthognatha. Na embriologia
das aranhas, a inversão significa que a banda germinativa, que inicialmente se
localizava em uma metade do embrião, se separa longitudinalmente em duas
metades por um sulco que aparece na linha média da banda germinativa. Este sulco
foi denominado de sulco ventral (ANDERSON, 1973).
As duas metades da banda germinativa são então afastadas uma da outra
pelo alargamento ventral sulco, atingindo finalmente uma posição na lateral do
embrião (HOLM, 1952; REMPEL, 1957; YOSHIKURA, 1972; SUZUKI e KONDO,
1995). Posteriormente, uma camada fina da epiderme começa a crescer no lado
dorsal do embrião para unir as duas metades da banda germinal. Este processo é
chamado de encerramento dorsal, no final do qual a forma típica do corpo da aranha
é estabelecida (HOLM, 1952; REMPEL, 1957; YOSHIKURA, 1972). No presente
estudo, verificou-se que os embriões de L. intermedia passam pelo estádio de
inversão conforme descrito pelos autores citados anteriormente.
2.4.2.9 Estádio 9: Pré-larva (24 a 29 dpo)
Segundo Foelix (1996), no estádio de pré-larva apesar do embrião já possuir
a forma característica do corpo da aranha, ainda não possuem todas as
características morfológicas típicas da espécie, além de ainda apresentam
alimentação endógena (vitelo).
Em embriões de L. intermedia através da utilização da parafina líquida,
percebeu-se que o tamanho do embrião é maior neste estádio que nos anteriores.
Além disso, devido à proximidade da eclosão, o córion se torna mais frágil e
enrugado.
Dentro do cefalotórax encontra-se o sistema nervoso central, parte do trato
intestinal, um par de glândulas de veneno e uma extensa musculatura nas
extremidades, a faringe e estômago (PALMGREN, 1978). Uma característica
especial é o estreito esôfago que atravessa o sistema nervoso central
horizontalmente, dividindo-o em gânglio supraesofágico e subesofágico (FOELIX,
1996). Próximo a região da faringe encontramos dois grupos musculares (músculo
60
depressor da faringe e músculo elevador da faringe) (Fig. 22). Isso corrobora com a
nossa sugestão de que as células do tipo II encontradas no cefalotórax da pré-larva
sejam células precursora de miócitos.
O desenvolvimento da base do sistema nervoso é semelhante em todas as
aranhas. O cordão nervoso ventral se desenvolve a partir da ectoderme ventro
lateral do embrião, o qual engrossa bilateralmente para formar um par de gânglios
rudimentares. A neurogênese começa com a invaginação proliferativa de células de
diversos pontos germinais na ectoderme. Pelo menos a morfologia básica do
cérebro em aranhas parece ser extraordinariamente conservada (BREIDBACH &
KUTSCH, 1995). Anderson (1973) relata que existem detalhes em comum na
formação do cérebro em aranhas e opiliões. O cérebro rudimentar da Tarantula
marginemaculata consiste em de uma massa protocerebral, duas glândulas
quelicerais que são consideradas como tritocérebro, e as vesículas laterais as quais
formam a massa óptica lateral (Fig. 23).
Figura 22.
Esquema mostrando Secção longitudinal do prossoma de aranhas. E:
endosternite; Eso: esôfago, P: faringe; SEG: gânglio supraesofágico; S: estômago; SUB:
gânglio subesofágico. (Fonte: Foelix, 1996).
Figu
ra 23.
Esquema do cérebro rudimentar da Tarantula marginemaculata. AA: aorta
anterior; LV: vesículas laterias; PCOE: celoma pré- queliceral; PM: massa protocerebral; TC:
tritocérebro. (Fonte: Breidbach & Kutsch, 1995).
61
O formato em “H” do cérebro rudimentar encontrado em Tarantula
marginemaculata condiz com o formato do agrupamento de células encontrada no
cefalotórax da pré-larva de L. intermedia, que, no presente estudo, sugere-se se
tratar de células precursoras do sistema nervoso central da aranha.
A prá-larva de L. intermedia ainda não possui todos os órgãos e sistemas
completamente formados, e ainda possui grande quantidade de vitelo no interior do
seu corpo, principalmente na região do abdome, indicando que sua alimentação
continua sendo endógena. Entre os grânulos de vitelo e as células que irão formar
as estruturas da aranha, encontram-se células gigantes, que acredita-se se tratar de
vitelócitos. Esta localização sugere que essas células gigantes devem intermediar a
captação de vitelo para as demais células.
2.4.2.10 Estágio 10: Eclosão (30 dpo)
A eclosão marca a transição entre o período embrionário e a vida pós-
embrionária. Assim como em L. intermédia, a maioria das aranhas eclode na fase de
pré-larva, porém em algumas espécies o embrião passa para a fase de larva antes
de eclodir (HOLM, 1940).
Após a eclosão a maioria dos sistemas do corpo da aranha estão sendo
formados. O sistema nervoso, órgão sensoriais, órgãos respiratórios, glândulas de
veneno, glândulas da seda se originam a partir da ectoderme. A mesorderme se
diferencia em musculatura, vasos sanguineos, glândulas coxais e órgãos
reprodutivos. E a endoderme forma os túbulos de Malpighi (FOELIX, 1996).
Comparando com outras espécies de aranhas observamos que o
desenvolvimento embrionário da L. intermedia é mais demorado, sendo assim, é
possível especular que o seu desenvolvimento lento esteja relacionado aos cuidados
com a prole apresentado por esta espécie.
62
2.5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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66
Capítulo III – MÉTODOS PARA OBTENÇÃO, MANIPULAÇÃO E
PREPARO DE EMBRIÕES DE ARANHAS
2
2
O conteúdo deste capítulo é parte integrante do capítulo de livro: Ortolani-Machado, C.F., Rios, F.S.; Freitas,
P.F., Okada, M.A., Rodrigues-Galdino, A.M., Maiolino, C.V., Tamada, M.H. Métodos para a manipulação e o
preparo de embriões e larvas. In: C.A. Oliveira-Ribeiro; S.R. Grotzner & H. S. dos Reis-Filho (Eds.) Técnicas e
Métodos para Utilização Prática em Microscopia,Rio de Janeiro, Guanabara-Koogan (in press).
67
3.1. IMPORTÂNCIA DA UTILIZAÇÃO DOS EMBRIÕES DE ARANHA
Apesar da ampla distribuição das aranhas, que são encontradas em quase
todos os ambientes da Terra, estudos voltados para a embriologia e biologia do
desenvolvimento de aranhas são escassos. Baseadas neste fato, técnicas voltadas
para o estudo do desenvolvimento embrionário de aranhas são de grande
importância, pois resultados obtidos através destas técnicas podem gerar, além de
fornecimento de conhecimento básico, dados que possibilitem medidas de controle
populacional de algumas espécies desde o período embrionário.
Nesta seção, trataremos apenas de técnicas direcionadas ao período
embrionário, apesar da ontogenia da aranha ser dividida também nos períodos larval
e ninfo-imaginário. O período embrionário engloba desde o momento que o ovo é
fertilizado até que a forma típica do corpo da aranha seja estabelecida. .
Todos os procedimentos referentes ao embrião ou adulto de aranha neste
capítulo estão relacionados ao gênero Loxosceles, que representa hoje um sério
problema de saúde pública para o Estado do Paraná. Porém, as informações
contidas nesta seção poderão possivelmente ser utilizadas para outros gêneros e
espécies, apesar da variação entre eles.
3.2. OBTENÇÃO DOS EMBRIÕES DE ARANHA
3.2.1.Manutenção dos Animais Adultos em Laboratório
Para a obtenção de embriões em laboratório, é necessária a manutenção de
casais de adultos para indução da cópula e observação do momento da postura.
Para isto, deve-se:
• Acondicionar as aranhas adultas em frascos plásticos (de pelo menos 150
ml), com pequenos furos na tampa para permitir a passagem de ar.
• Mantê-las ao abrigo de luz direta (devido ao fato de habitarem locais escuros),
podendo ser guardadas dentro de caixas (Fig. 24A) ou armários. Lembrar
sempre de deixar passagens para ventilação.
• Alimentar as aranhas quinzenalmente com insetos ou outros artrópodos
pequenos (um indivíduo por aranha). Mesmo que haja alimento disponível,
68
D
raramente as aranhas se alimentam em intervalos de tempo menores que 15
dias. Em laboratório, frequentemente se utiliza larvas de Tenebrio molitor
(Insecta: Coleoptera), devido a sua facilidade de manutenção. Juntamente
com o alimento deve ser colocado algodão embebido em água para manter a
umidade adequada (Fig. 24B).
• Os tenébrios podem ser mantidos em recipientes de vidro ou plástico (Fig.
24C e D), ventilados e ao abrigo da luz direta, contendo pedaços de pão e
farelo de trigo ou aveia para sua alimentação. Não deve ser oferecido água a
estas larvas.
• É importante ressaltar que para o manuseio das aranhas é imprescindível o
uso de luvas.
Figura 24. (A) Caixa contendo recipientes nos quais as aranhas adultas são individualmente
acondicionadas. (B) Recipiente de manutenção, contendo um indivíduo adulto da espécie Loxosceles
intermedia, uma larva de
Tenebrio molitor utilizada como alimento e um pedaço de algodão
umedecido. (C) e (D) Caixa de manutenção dos tenébrios (aberta e fechada, respectivamente),
contendo pedaços de pão e aveia em flocos.
69
3.2.2. Identificação da Fêmea e do Macho Adultos
Para que sejam formados casais para a realização da cópula, é necessária a
identificação do macho e da fêmea. Estes apresentam dimorfismo sexual, sendo que
a diferenciação pode ser visualizada externamente. Os machos apresentam um
abdome menor e mais alongado e possuem as pernas relativamente mais longas do
que as fêmeas (Fig. 25A). Outra característica muito importante é a diferença
encontrada no par de pedipalpos, sendo que nos machos estas estruturas são
maiores e apresentam um bulbo copulatório na extremidade (Fig. 25A), dentro dos
quais são estocados os espermatozóides. Já os pedipalpos da fêmea são menores e
não apresentam o referido bulbo copulatório (Fig. 25B).
É importante salientar que os animais só realizarão a cópula quando tiverem
atingido sua maturidade sexual, o que acontece após a 7ª muda. Dá-se o nome de
muda ou ecdise à mudança do exoesqueleto nos animais que apresentam este
modo de crescimento.
Figura 25. Exemplares adultos de Loxosceles intermedia. (A) Macho e (B) fêmea. No macho, são
destacados a presença de pedipalpos (seta) e pernas (cabeça de seta) maiores, além de abdome (a)
menor e mais alongado, que na fêmea.
70
3.2.3. Cópula
Para a realização da cópula, o casal deve ser colocado em recipiente de
vidro de aproximadamente 2000 ml, sempre respeitando a relação de uma fêmea
para cada macho. A escolha dos animais pode ser feita de maneira aleatória, porém,
deve-se considerar como parâmetro comparativo o tamanho dos indivíduos, os quais
devem ter aproximadamente do mesmo tamanho.
Etapas do comportamento copulatório:
A. Reconhecimento: o macho procura pela fêmea movimentando os dois pares
de pernas anteriores para frente e para trás. Esses movimentos são lentos e
resultam no encontro do macho com a fêmea (Fig. 26A).
B. Movimento dos pedipalpos: as fêmeas executam movimentos ascendentes e
descendentes de pedipalpos durante o encontro com o macho. Se o macho
estiver receptivo também irá movimentar seus pedipalpos (Fig. 26B).
C. Movimento do abdome: após o contato com o macho, a fêmea realiza
movimentos ascendentes e descendentes com seu abdome (Fig. 26B).
D. Toque dos pedipalpos: quando o casal está apto para a cópula, eles se
posicionam um diante do outro, com o macho dispondo seus pedipalpos de
maneira que as extremidades dos pedipalpos da fêmea toquem seus bulbos
copulatórios (Fig. 26C).
E. Introdução do pedipalpo: tendo havido aceitação de ambas as partes, o
macho induz a elevação do cefalotórax da fêmea e introduz o seu bulbo
copulatório na fenda genital da fêmea (Fig. 26D).
F. Retirada dos pedipalpos: após a cópula, o macho retira seus pedipalpos da
fenda genital da fêmea e cada um vai para um lado (Fig. 26E).
Após o término da cópula é importante separar o casal, pois se não houver
receptividade de um dos animais para uma segunda cópula, eles acabam entrando
em conflito, podendo resultar na morte de um dos indivíduos.
71
3.2.4. Oviposição
Em geral, a oviposição não ocorre imediatamente após a cópula, podendo
acontecer até meses depois. Isto é possível devido à capacidade da fêmea em
armazenar os espermatozóides viáveis no interior de suas espermatecas por longos
períodos de tempo. Além disto, devido a esta estocagem de espermatozóides, a
fêmea pode colocar ovos mais de uma vez dentro de um intervalo de alguns meses
com a realização de apenas uma cópula. Assim sendo, muitas vezes, obtém-se ovos
a partir de fêmeas coletadas, sem que tenha sido induzida cópula em laboratório, ou
seja, a partir de cópula realizada previamente no próprio ambiente.
E
B
D
C
A
E
B
D
C
A
C
AA
Figura 26.
Figura esquemática das etapas do comportamento copulatório de Loxosceles
intermedia. (A) Reconhecimento. (B) Movimento dos pedipalpos e abdome. (C) Toque dos
pedipalpos. (D) Introdução do pedipalpo do macho na abertura genital da fêmea. (E) Retirada dos
pedipalpos.
72
A construção de ootecas, cuja forma se adapta às condições do substrato,
tem como função a reunião dos ovos e, consequentemente, sua proteção contra
predadores e intempéries. Momentos antes da postura, a fêmea inicia a construção
da ooteca, que segue a seguinte ordem:
A. Inicialmente ocorre a confecção da parte inferior, que é formado por fios de
seda finos, presos ao substrato. A fêmea movimenta-se em círculo,
direcionando o abdome da periferia ao centro, unindo pontos radiais.
B. Depois de pronto, a fêmea posiciona-se sobre a parte inferior e inicia a
desova.
C. Após o término da postura, começa a construção da parte superior da
ooteca.
D. Terminada a construção, a fêmea fica em repouso, posicionando-se sobre a
ooteca durante todo o período de desenvolvimento embrionário (Fig. 27A).
Figura 27. (A) Fêmea de Loxosceles intermedia posicionada sobre sua ooteca (seta). (B) e (C)
Estufa (adaptada a partir de uma geladeira) utilizada para manter as aranhas em temperatura
constante (28 ±1
o
C).
A temperatura é um dos fatores que influencia a oviposição e por isto as
fêmeas copuladas são mantidas em uma estufa com temperatura constante de
28±1ºC (Fig. 27B e C). Nesta temperatura, verificou-se que o tempo entre uma
oviposição e outra é menor. A verificação da temperatura deve ser diária.
73
3.2.5. Coleta dos Ovos
Diariamente, as fêmeas são observadas. Verificando-se a presença de
ootecas, os ovos são coletados conforme se segue:
A. Transferir a fêmea para um recipiente separado de sua prole. Isto é
necessário pois uma vez manipulada a ooteca, a fêmea tende a comer os
ovos.
B. Isolar a ooteca com a ajuda de uma pinça de ponta fina e uma tesoura
oftalmológica e transferi-la para uma placa de Petri.
C. Fazer uma pequena incisão na parte superior da ooteca (Figura 28A), através
da qual os ovos serão retirados.
D. Remover os ovos da ooteca com auxílio de um pincel de ponta fina, fazendo
movimentos leves para que cada ovo role para fora da ooteca (Figura 28B).
Uma vez que os ovos são muito frágeis, qualquer movimento mais brusco
pode torná-lo inviável.
3.3. ANÁLISE DOS EMBRIÕES INTACTOS E EM MONTAGENS TOTAIS
3.3.1. Utilização do Óleo de Parafina para Observação de Embriões Vivos
Um dos procedimentos utilizados no estudo do desenvolvimento embrionário
de aranhas é mergulhar o ovo em uma fina camada de óleo de parafina (óleo
Figura 28
.
Coleta dos ovos de uma ooteca de Loxosceles intermedia.
(A)
Incisão na parte superior da
ooteca. (B) Retirada dos ovos com auxílio de um pincel.
74
mineral). Isto fará com que o córion se torne transparente, sem interferir na
sobrevivência e desenvolvimento normal do embrião. Deste modo, é possível
acompanhar em um mesmo embrião o desenvolvimento da morfologia externa,
desde a oviposição até a eclosão.
Com o uso de uma máquina fotográfica acoplada à ocular do microscópio
estereoscópico é possível capturar imagens das diferentes fases do
desenvolvimento embrionário, como demonstrado na Fig. 29.
Figura 29. Embriões vivos de Loxosceles intermedia em parafina líquida. (A) 3 dias após a
oviposição (dpo); (B) 14 dpo; (C) 16 dpo; (D) 23 dpo; (E) 26 dpo; (F) 30 dpo (eclosão). Com exceção
deste último, os embriões se encontram envoltos pelo córion.
3.3.2. Montagem Total dos Embriões
Outro método interessante para se estudar o desenvolvimento embrionário
das aranhas é fazer a montagem total de embriões fixados e corados. Ao contrário
do método descrito anteriormente (observação em óleo de parafina), este método
preserva o embrião inteiro em uma determinada fase do desenvolvimento. A
montagem total pode ser realizada em resina (Bálsamo do Canadá ou Permount)
sobre lâmina escavada onde os ovos ficam localizados entre lâmina e lamínula.
Porém, para se ter uma visualização de todos os lados do embrião é interessante
incluir os ovos, dentro de um capilar de vidro ao invés de lâmina histológica.
75
Este método foi adaptado a partir da montagem total de ovos de abelha
(BEIG &.; BUENO, 1987), tendo se mostrado adequado ao estudo de embriões de
aranha Uma vez que é possível girar o capilar sobre uma lâmina, como mostrado
adiante, tem-se a possibilidade de analisar os embriões em diferentes posições.
Passos para a montagem total:
A. Fixar os embriões em paraformaldeído 4% em tampão fosfato 0,1M, pH 7,4
por 3 horas, a temperatura ambiente.
B. Lavar os embriões em tampão fosfato 0,1M pH 7,4, duas vezes, 10 minutos
cada.
C. Lavar em água destilada, 3 vezes, rapidamente.
D. Corar os embriões com vermelho neutro 1% ou azul de metileno 1%, por 24
horas. Nesta etapa o embrião está envolvido pelo córion, que dificulta a
penetração do corante, sendo necessário este tempo prolongado de
coloração. É importante lembrar de filtrar o corante antes de usá-lo.
E. Desidratar os embriões em série crescente de etanol (50%, 70%, 80%, 90%,
95%, 100% I e 100% II), 10 minutos em cada banho.
F. Diafanizar com xilol I e II, 10 minutos cada.
G. A partir deste ponto pode-se montar os embriões em lâmina de vidro
escavada ou em capilar de vidro. Para montagem dos embriões em capilar de
vidro, proceder como se segue:
•
Com o auxílio da extremidade mais larga de uma pipeta Pasteur, colocar
os embriões sobre um vidro relógio contendo xilol.
•
Retirar o excesso do xilol e adicionar a resina (Permount) (Fig. 30.A).
•
Aspirar, cuidadosamente, o embrião com o capilar de vidro (Fig. 30B). Se
a resina de montagem começar a endurecer, adicionar uma pequena
quantidade de xilol.
•
Repousar o capilar em um suporte plano (Fig. 30C-D) até que a resina
endureça completamente; isto evitará que os embriões se movimentem.
Pode demorar vários dias para a secagem completa. Nesta fase, lembrar
de colocar uma etiqueta para identificar cada capilar (Fig. 30D).
•
Então, colar fita dupla face nas duas extremidades de uma lâmina
histológica e colocar o capilar sobre ela (Fig. 30E). Desta forma, durante a
observação do embrião é possível girar o capilar sobre a lâmina, obtendo,
76
assim, uma imagem completa (Fig. 30F-G). Tomar cuidado para não
dispor os embriões muito próximos uns dos outros pois isto dificultará a
observação total do mesmo (Fig. 30H).
Figura 30.
Processo de montagem total do embrião de Loxosceles intermedia em capilar de
vidro. (A) Vidro relógio contendo resina Permount. (B) Embriões corados com vermelho
neutro (setas) sendo aspirados pelo capilar de vidro. (C-D) Secagem da resina em superfície
plana. (E) Capilar aderido à lâmina com fita dupla face. (F) Embrião corado com azul de
metileno em vista lateral e (G) ventral. (H) Embrião corado com vermelho neutro em vista
dorsal. Cabeça de seta: Etiquetas de identificação do material no capilar de vidro durante a
secagem. Escala: 100 µm.
77
3.4. RETIRADA DOS ENVOLTÓRIOS DOS OVOS
Dependendo do objetivo do estudo, pode haver necessidade de se retirar os
envoltórios (córion e membrana vitelínica) dos ovos de aranha, como, por exemplo,
para uma melhor e mais rápida penetração do fixador ou do meio de inclusão, ou
para observação do embrião ao microscópio eletrônico de varredura.
Existem dois métodos para a retirada dos envoltórios, a técnica I é mais
apropriada para quando os embriões estão em um estádio mais avançado de
desenvolvimento (ex. pré-larva). Já a técnica II é realizada para embriões em
estádios mais novos.
3.4.1 Técnica I
- Retirada do córion:
• Lavar os embriões em solução de hipoclorito de sódio (água sanitária
comercial) 50%, três banhos de 5 minutos cada, sob agitação constante.
• Observar ao microscópio estereoscópico até que os ovos fiquem totalmente
descorionizados.
• Lavar com água destilada, 3 vezes, rapidamente.
- Retirada da Membrana Vitelínica:
A. Após a retirada do córion, colocar os ovos em heptano (100%) acrescido do
fixador paraformaldeído (PFA) 4% (1:1), sob agitação constante, durante 20
minutos. Haverá separação da solução em duas fases, sendo a superior
orgânica (heptano) e a inferior aquosa (fixador). Inicialmente, os ovos ficarão
na superfície da fase superior (Fig. 31A).
B. A separação da membrana vitelínica pode ser observada visualmente. Ao
perceber tal separação, adicionar metanol 100% no mesmo volume de
fixador e heptano da solução anterior, ficando numa proporção 1:1:1 (fixador :
metanol : heptano). Manter a solução sob agitação constante. O metanol irá
se misturar ao fixador, permanecendo na fase inferior da solução (Fig. 31B).
C. À medida que os embriões forem perdendo sua membrana vitelínica irão para
o fundo do frasco (Fig. 31B). As membranas desprendidas, bem como alguns
78
embriões que não perderam a membrana vitelínica permanecem na fase
superior (heptano).
D. Os embriões depositados no fundo devem ser lavados três vezes em metanol
e nele mantidos sob refrigeração até o processamento final.
E. É importante ressaltar que para a realização deste protocolo deve-se utilizar
recipiente de vidro, uma vez que o heptano corrói o plástico.
3.4.2 Técnica II
• Fixar os embriões em Carnoy (ácido acético: clorofórmio: álcool 100% na
proporção 1:3:6) por 30 minutos. Nesta fase o córion de alguns embriões já
se rompem espontaneamente;
• Lavar os embriões em álcool 90% duas vezes, 10 minutos cada;
• Transferi-los para uma solução de tampão fosfato 0,1M pH7,4;
• Para retirar a membrana vitelínica, sob microscópio esteroscópico realizar no
embrião movimentos suaves com o auxilio de alfinetes entomológicos;
• Manter os embriões em tampão fosfato 0,1M pH7,4 até posterior
processamento.
3.5. UTILIZAÇÃO DA MICROSCOPIA DE LUZ PARA OBSERVAÇÃO DE
EMBRIÕES FIXADOS
A preparação de embriões de aranha para microscopia de luz segue
metodologias de rotina, sendo detalhados abaixo alguns procedimentos específicos
para estes organismos.
3.5.1. Fixação
Figura 31
.
Processo para retirada da membrana vitelínica dos ovos.
(A)
Primeira etapa da
retirada da membrana: solução de heptano e fixador. (B) Após adição de metanol à
solução, ovos perdem as membranas vitelínicas e se depositam no fundo.
ovos
heptano
PF
A
4%
ovo
Membrana
vitelínica
heptano
PFA 4%
+
metanol
Ovo sem
membrana
79
Na tabela abaixo são citados alguns fixadores que mostram ótimos
resultados em embriões de aranha. O tempo de fixação normalmente é maior devido
à presença do córion e membrana vitelínica.
Tabela 3.1. Fixadores que apresentam excelentes resultados para embriões de aranha
(Loxosceles intermedia).
Fixador Tempo de fixação Lavagens
Paraformaldeído 4% em
tampão fosfato 0,1M
pH 7,4
3 h a 25ºC ou
4 h a 4ºC
2 banhos em
tampão fosfato
0,1M, pH 7,4,
10 minutos cada.
Paraformaldeído 4% em
PBS 0,1M
pH 7,4
3 h a 25ºC ou
4 h a 4ºC
2 banhos em PBS
0,1M, pH 7,4,
10 minutos cada.
Fluido de Bouin
24 h a 25ºC
Em água corrente,
durante a noite.
ALFAC
16 h a 25ºC -----------------------
3.5.2. Inclusão
O melhor resultado para a observação dos embriões à microscopia de luz
ocorre com a inclusão dos mesmos em historesina, conforme descrito a seguir.
A. Desidratação: Para a inclusão em historesina JB4 (Polysciences) é
necessário que os embriões sejam desidratados em série crescente de etanol
(50%, 70%, 80%, 90%, 95%, 100% I e 100% II), 10 minutos cada banho.
B. Infiltração: Após passar pelo último banho de álcool 100%, colocar os
embriões em uma solução de pré-infiltração (solução A + álcool 100%, 1:1),
por 3 horas, a 4ºC. Segue-se, então, para a solução de infiltração (solução A
pura), por 2 semanas, a 4ºC. Este passo da infiltração é extremamente
importante; por isto nunca se deve deixar menos de 2 semanas na solução de
infiltração para garantir adequada infiltração. O material estará
completamente infiltrado pela historesina quando o espécime ficar com
aspecto translúcido.
80
C. Inclusão: O preparo da solução de inclusão e a emblocagem devem ser
realizados a baixa temperatura, sobre almofada de gelo, para evitar a rápida
polimerização da resina.
Preparo da solução de inclusão (historesina JB4):
A. Em recipiente plástico, com o auxílio de um palito de madeira, misturar bem
as soluções A e B (23:1, vol:vol).
B. Preencher os moldes com a solução de inclusão, tomando muito cuidado para
não formar bolhas, e posicionar o material na orientação desejada.
C. Para que ocorra a polimerização completa da resina o material deve ficar no
vácuo por, no mínimo, 24 horas.
Obs: Esta solução após preparada não pode ser guardada. Sendo assim, deve-se
preparar exatamente a quantidade necessária para preencher o número de
moldes planejado. Por exemplo, para cada molde de 300 µl, utilizar 287,5 µl de
Solução A e 12,5 µl Solução B.
3.5.3. Microtomia
Após a completa polimerização do bloco, segue-se o processo de microtomia
para historesina.
A. Identificação das lâminas: Antes do início dos cortes, identificar as lâminas
com as informações que julgar necessárias, além do número da lâmina.
B. Cortes: A microtomia é feita em micrótomo rotativo convencional, utilizando-se
navalhas de aço especiais para historesina ou navalhas de tungstênio. A
espessura dos cortes de material incluído em historesina varia entre 3 a 5µm.
A análise das lâminas será facilitada se os cortes forem colocados sempre em
uma mesma ordem, conforme esquematizado na Fig 32.
C. Distensão: Para distender os cortes, colocar uma pequena gota de água
destilada sobre a lâmina (não deve estar gelatinizada) e, com a ajuda de um
pincel, distender o corte sobre a gota. Esta fase requer paciência pois
algumas vezes os cortes acabam enrolando. Quando a lâmina estiver
completa, colocá-la para secar sob placa aquecedora, tomando cuidado para
não danificar o material.
81
3.5.4. Coloração
A coloração de cortes feitos em historesina varia em relação aos cortes em
parafina, pois neste caso não há necessidade de passar pelos banhos de álcool e
xilol, tornando a coloração muito mais rápida. A coloração mais utilizada para
observação de embrião de aranha é a hematoxilina e eosina (Fig. 33), pois se
tratando de uma coloração panocítica, a estrutura geral do material pode ser
avaliada antes de se utilizar colorações mais específicas. O protocolo para coloração
em hematoxilina e eosina é descrito abaixo:
A. Deixar as lâminas em água destilada para hidratar por 5 minutos.
B. Corar com hematoxilina de Harris, por 1 minuto*.
C. Manter em água corrente por 10 minutos, para viragem.
D. Corar com eosina, por 30 segundos*.
E. Lavar em água destilada até que o excesso do corante tenha saído.
F. Secar em placa aquecedora e montar com resina de montagem.
*Obs: O tempo de permanência no corante pode variar, devendo ser testado.
Figura 32
.
Diferentes sugestões
para orientação dos cortes na
lâmina histológica.
Figur
a 33
.
Embrião de Loxosceles
intermedia com 3 dias, corado com
Hematoxilina-Eosina. Símbolos: córion
(seta) e os grânulos de vitelo (*). Escala:
100µm.
82
3.6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
BEIG, D.; BUENO, A.C. Embriologia. Manual de laboratório. 1987.
FOELIX, R.F. Biology of Spiders. 2ª Ed. New York Harvard. V. Press, Cambridge,
1996.
83
4. CONCLUSÕES
O estudo do desenvolvimento embrionário de L. intermedia sob o ponto de
vista morfológico permitiu estabelecer as seguintes conclusões:
1) Os ovos de L. intermedia são envoltos por duas camadas: externamente
pelo córion, o qual é composto por grânulos de diversos tamanhos e de
composição possivelmente protéica, e, mais internamente, por uma
delgada membrana vitelínica.
2) O desenvolvimento embrionário de L. intermedia pode ser dividido em 10
diferentes estádios: zigoto, clivagem, formação da blástula, contração da
blástula, formação do disco germinativo, gastrulação, segmentação,
inversão, pré-larva e eclosão
3) Os dois principais movimentos morfogenéticos que ocorrem durante o
desenvolvimento embrionário são: a extensão convergente e a inversão.
4) Durante os estádios do desenvolvimento o vitelo sofre rearranjos,
mudando a sua organização dentro do ovo.
5) Altas temperaturas não influenciam positivamente nas posturas durante os
meses mais frios do ano, sugerindo a ocorrência de um ritmo biológico
independente da temperatura.
6) Usando a parafina líquida, foi possível constatar que os ovos de L.
intermedia mergulhados nesse meio continuam a se desenvolver
normalmente até a eclosão, constituindo uma técnica adequada à
observação do seu desenvolvimento.
7) Para retirar o córion com mais facilidade a técnica utilizando o Carnoy
como fixador teve um resultado mais satisfatório do que a técnica que
utiliza o heptano e o metanol.
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