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1
DISSERTAÇÃO
MICROPROPAGAÇÃO DE ALHO E GINOGÊNESE IN
VITRO DE CEBOLA
ANA ELISA DE OLIVEIRA E LONGO
Campinas, SP
2009
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2
INSTITUTO AGRONÔMICO
CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRICULTURA
TROPICAL E SUBTROPICAL
MICROPROPAGAÇÃO DE ALHO E GINOGÊNESE IN
VITRO DE CEBOLA
ANA ELISA DE OLIVEIRA E LONGO
Orientador: Dr. Walter José Siqueira
Co-orientadora: Dr
a
Ilene Ribeiro da Silva Passos
Campinas, SP
Abril 2009
Dissertação submetida como requisito
parcial para obtenção do grau de Mestre
em
Agricultura Tropical e Subtropical
Área de Concentração em Genética,
MelhoramentoVegetal e Biotecnologia
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3
Ficha elaborada pela bibliotecária do Núcleo de Informação e Documentação
do Instituto Agronômico
L856m Longo, Ana Elisa de Oliveira e
Micropropagação de alho e ginogênese in vitro de cebola / Ana Elisa
de
Oliveira e Longo. Campinas, 2009. 130 fls.
Orientador: Walter José Siqueira
Co-orientadora: Ilene Ribeiro da Silva Passos
Dissertação (Mestrado em Genética, Melhoramaneto Vegetal e
Biotecnologia) - Instituto Agronômico
1. Allium. 2. Micropropagação do alho 3. Cebola I. Siqueira, Walter
José
II. Passos, Ilene Ribeiro da Silva III. Título
CDD. 635.252
i
Aos meus pais, Beatriz e Antonio Carlos
e a minha irmã Patrícia, pelo
incansável
estímulo, apoio, carinho e amor no
desenvolvimento desta dissertação.
DEDICO
ii
AGRADECIMENTOS
- Ao orientador Dr. Walter José Siqueira (IAC), pela confiança, dedicação, amizade e
pelos muitos ensinamentos na realização desta dissertação;
- À co-orientadora Dra. Ilene Ribeiro da Silva Passos (IAC), por tantos ensinamentos
transmitidos, auxílio, amizade, dedicação e atenção dispensada para a realização desta
dissertação;
- À empresa SAKATA pelo crédito e concessão de bolsa de mestrado;
- À pesquisadora Olga Satie Suzuki (SAKATA), pela ajuda, confiança, pelo apoio e
ensinamentos transmitidos na realização desta dissertação;
- Ao pesquisador Cícero Beserra de Menezez (SAKATA), por fornecer o material
vegetal, pelo crédito, ajuda e ensinamentos transmitidos para o desenvolvimento desta
dissertação;
- Ao pesquisador Rômulo Kobori (SAKATA), pelo grande insentivo, confiaça, apoio e
ajuda na realização desta dissertação;
- À pesquisadora Dra. Marta Dias Scott (IAC), pela colaboração, sugestões, suporte,
auxílio, amizade, apoio e ajuda na realização desta dissertação;
- À técnica de laboratório Rauly Máximo Rabello Moretti (IAC), pela amizade, ajuda, e
fundamentais ensinamentos no laboratório de Cultura de Tecidos ao longo dos anos;
- À pesquisadora Dra. Haiko Enok Sawazaki (IAC), pela ajuda, atenção e colaboração
no laboratório de Biologia Molecular para a realização desta dissertação;
- Ao professor e pesquisador Dr. Carlos Augusto Colombo (IAC), pela amizade,
ensinamentos e sugestões na realização desta dissertação;
- Aos membros da banca Dra. Daniela de Argollo Marques (IAC) e ao Dr. José Pinheiro
Baldin (ESALQ) pelas valiosas sugestões;
- Aos pesquisadores em especial Dr. José Alfredo Usberti Filho e Dr. Ademar
Espironello (IAC) além de outros pela amizade, carinho e estímulo ao longo dos anos;
- A minha família, meus pais Beatriz e Antônio Carlos e minha irmã Patrícia por sempre
acreditarem em mim, pela paciência, amor e carinho e por me darem todo suporte e
apoio para o desenvolvimento e conclusão desta dissertação;
- Ao amigo e companheiro André, pelo carinho, apoio, incentivo, amizade e muita
paciência em todos os momentos;
- Aos amigos Fernanda, Liamar, Francine, Juliana, Matheus, Marcos, Fabrício e colegas
de pós- graduação pelos momentos de descontração e ajuda;
iii
- Às amigas Mônica e Carol, que mesmo distantes sempre me apoiaram, incentivaram e
compreenderam;
- Aos professores da pós-graduação pelos ensinamentos e grande contribuição para
minha formação;
- Aos estagiários e amigos dos laboratórios de Cultura de Tecidos, Citogenética e
Biologia Molecular (IAC) ao longo dos anos;
- Aos funcionários Iracema, Solange, Rita, Luísa e Zé, da Seção de Recursos Genéticos
Vegetais (IAC), pela amizade a ajuda, confiança, ao longo dos anos;
- Aos funcionários da PG-IAC, pelo auxílio, prontidão e descontração no decorrer do
curso;
- A todos que colaboraram para realização e finalização deste trabalho.
iv
SUMÁRIO
LISTA DE ABREVIAÇÕES...............................................................................
vii
ÍNDICE DE TABELAS....................................................................................... viii
ÍNDICE DE FIGURAS........................................................................................
xi
ÍNDICE DE ANEXOS.........................................................................................
xvii
RESUMO............................................................................................................. xix
ABSTRACT......................................................................................................... xxi
1 INTRODUÇÃO................................................................................................ 01
2 REVISÃO DE LITERATURA......................................................................... 04
2.1 Aspectos Gerais da Cultura de Alho.............................................................. 04
2.2 Cultura de Tecidos em Alho.......................................................................... 08
2.3 Aspectos Gerais da Cultura da Cebola........................................................... 11
2.4 Bulbificação e Florescimento de Cebola....................................................... 13
2.5 Produção de Cultivares Híbridos e de Polinização Aberta............................ 15
2.6 Melhoramento Genético da Cebola e Macho-esterilidade Genético-
Citoplasmática......................................................................................................
17
2.7 Obtenção de Linhas Duplo-haplóides............................................................
19
2.8 Cultura in vitro de Gametófitos Femininos e/ou Masculinos Para a
Produção de Haplóides.........................................................................................
20
2.9 Ginogênese In Vitro em Cebola.................................................................... 22
2.10 Fatores que Influenciam a Ginogênese em Cebola...................................... 25
2.11 Ploidia de Plantas Ginogênicas de Cebola................................................... 29
2.12 Micropropagação e Bulbificação em Cebola............................................... 31
3 MATERIAL E MÉTODOS.............................................................................. 33
3.1 Micropropagação e Bulbificação de Alho......................................................
33
3.1.1 Material vegetal...........................................................................................
33
3.1.2 Assepsia do material (dentes)..................................................................... 33
3.1.3 Isolamento e cultivo dos explantes meristemáticos.................................... 34
3.1.4 Efeito de diferentes concentrações de 6-BA e de elevada dose de
sacarose na micropropagação e bulbificação do alho..........................................
34
3.1.5 Efeito da interação entre 6-BA e KIN na micropropagação de alho...........
35
3.1.6 Efeito de diferentes níveis de sacarose na bulbificação in vitro de alho.....
35
v
3.1.7 Efeito de diferentes níveis de sacarose e nitrogênio total na bulbificação
in vitro..................................................................................................................
35
3.1.8 Análises estatísticas.....................................................................................
36
3.2 Ginogênese In Vitro de Cebola...................................................................... 37
3.2.1 Material vegetal...........................................................................................
37
3.2.2 Cultura de botões florais............................................................................. 37
3.2.2.1 Influência do genótipo, estádio de desenvolvimento dos botões florais
e meios de indução MI1 e MI2 na regeneração in vitro.......................................
37
3.2.2.2 Efeito de genótipo, tamanho de botões florais, meios de indução e
tempo de exposição no meio de indução na regeneração in vitro........................
39
3.2.3 Análise cromossômica................................................................................ 40
3.2.4 Análise com isoenzimas.............................................................................. 41
3.2.5 Cultura de óvulos........................................................................................ 42
3.3 Micropropagação e Bulbificação In Vitro de Cebola.....................................
44
3.3.1 Micropropagação in vitro............................................................................
44
3.2.2 Bulbificação in vitro....................................................................................
47
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO...................................................................... 48
4.1 Micropropagação e Bulbificação de Alho..................................................... 48
4.1.1 Efeito de diferentes concentrações de 6-BA e de elevada dose de
sacarose na micropropagação e bulbificação do alho..........................................
48
4.1.2 Efeito da interação entre 6-BA e KIN na micropropagação de alho...........
52
4.1.3 Efeito de diferentes níveis de sacarose na bulbificação in vitro de alho.....
58
4.1.4 Efeito de diferentes níveis de sacarose e nitrogênio total na bulbificação
in vitro..................................................................................................................
64
4.2 Ginogênese In Vitro de Cebola...................................................................... 71
4.2.1 Cultura de botões florais.............................................................................
71
4.2.1.1 Influência do genótipo, estádio de desenvolvimento dos botões e meios
de indução MI1 e MI2 na regeneração in vitro....................................................
71
4.2.1.2 Efeito de genótipo, tamanho dos botões florais, meios de indução e
tempo de exposição no meio de indução na regeneração in vitro........................
74
4.2.2 Análise cromossômica................................................................................ 79
4.2.3 Análise com isoenzimas.............................................................................. 82
4.2.4 Cultura de óvulos........................................................................................ 84
vi
4.3 Micropropagação e Bulbificação In Vitro de Cebola.....................................
101
4.3.1 Micropropagação in vitro............................................................................ 101
4.3.2 Bulbificação in vitro....................................................................................
104
4.4 Considerações Finais em Ambas Espécies.................................................... 105
4.4.1 Micropropagação e bulbificação in vitro de alho........................................
105
4.4.2 Ginogênese in vitro de cebola..................................................................... 106
4.4.3 Micropropagação e bulbificação in vitro de cebola.................................... 107
5 CONCLUSÕES................................................................................................ 109
5.1 Micropropagação e Bulbificação in vitro de Alho......................................... 109
5.2 Ginogênese in vitro de Cebola....................................................................... 109
5.3 Micropropagação e Bulbificação In Vitro de Cebola.................................... 110
6 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS……………………………………….. 111
7 ANEXOS.......................................................................................................... 123
7.1 Anexo1........................................................................................................... 123
7.2 Anexo 2.......................................................................................................... 127
7.2.1 Meio B5.......................................................................................................
127
7.2.2 Meio MS..................................................................................................... 128
7.3 Anexo 3..........................................................................................................
130
vii
LISTA DE ABREVIAÇÕES
HQ - hidroxiquinolina
MS ou MS - Meio de cultura de Murashige & Skoog (1962)
½ MS - Meio de Murashige e Skoog na metade das concentrações de sais, vitaminas, e,
quando não especificado, de sacarose
2,4-D - Ácido 2,4 – Diclorofenoxiacético
6-BA - 6-Benzilaminopurina
B5 - Meio de cultura de Gamborg et al. (1968)
2-ip - isopentenyladenina,
AIB - ácido indol butílico
NAA - ácido naftalenoacético
KIN - N6-furfuryladenina
GA
3
- ácido giberélico
IAA – ácido indol acético
TIBA – ácido triiodobenzóico
PA - Poliaminas
N – Nitrogênio
NH
4
NO
3
- Nitrato de amônia
NH
4
+
- Amônia
NO
3
-
- Nitrato
APM - amiprofos-methyl
viii
ÍNDICE DE TABELAS
Tabela 1 – Evolução dos estudos no processo de ginogênese in vitro de cebola
ao longo dos anos................................................................................
25
Tabela 2 - Médias das características avaliadas em cinco meios de cultura,
variando a concentração (doses em µM) do fitorregulador 6-BA,
com posterior transferência para sacarose (60 g.L
-1
)..........................
48
Tabela 3 - Porcentagem de bulbificação e de chochamento de bulbinhos em
cinco concentrações de 6-BA (µM) seguida de transferência para
meio com sacarose..............................................................................
52
Tabela 4 - Médias de comprimento de planta para 25 diferentes tratamentos
em dialélico envolvendo cinco concentrações de duas citocininas:
KIN (µM) e 6-BA (µM).....................................................................
54
Tabela 5 - Médias das características avaliadas (razão bulbar, massa fresca e
seca (g) e perda de água (%) de bulbinhos) para cinco diferentes
tratamentos variando a concentração de sacarose no meio de cultura
visando à bulbificação in vitro............................................................
58
Tabela 6 - Resultados da taxa de bulbificação de plantas e da taxa de
chochamento de bulbinhos após a cura de 40 dias sob condição
ambiente..............................................................................................
62
Tabela 7 - Médias das características avaliadas para massa de bulbinho (g),
escala de notas (1 a 4) para intensidade de necrose e coloração da
parte aérea (folhas) e massa seca de folha de bulbinho (g) em meios
de cultura com variação da concentração do meio MS, de sacarose
e de nitrogênio....................................................................................
65
Tabela 8 - Porcentagem de plantas que bulbificaram (%) e chochamento de
bulbinhos obtidos (%) após a cura de 35 dias em condições
ambiente..............................................................................................
70
ix
Tabela 9 - Número absoluto de botões florais que não contaminaram (viáveis)
obtidos para cada estádio de explante e tempo nos meios de
indução de ginogênese de cebola: MI1 – B-5 com 2,0 mg.L
-1
de
2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, suplementado com 75 g.L
-1
de
sacarose e MI3, mesmo meio de indução MI1, porém suplementado
com 500 mg.L
-1
de espermina............................................................
74
Tabela 10 - Porcentagem de regeneração de plantas de cebola para cada tipo de
explante (botão floral) e o estádio de desenvolvimento da umbela
(planta matriz) de que o explante foi retirado.....................................
75
Tabela 11 - Porcentagem de regeneração de plantas a partir de botões florais de
cebola nos diferentes períodos de tempo em que permaneceram nos
meios de indução MI1: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75g.L
-1
de sacarose e 5,8g.L
-1
de ágar e MI3,
mesmo meio de indução MI1, porém suplementado com 500 mg.L
-
1
de espermina. Considerando-se todos os 15 genótipos testados e
todos os estádios de botões (grandes, médios e pequenos)................
76
Tabela 12 - Porcentagem de plantas de cebola regeneradas a partir de botões
florais que foram inoculados em meio de indução MI1: B-5 com
2,0mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75g.L
-1
de
sacarose e 5,8g.L
-1
de ágar e MI3, mesmo meio de indução MI1,
porém suplementado com 500 mg.L
-1
de espermina, considerando-
se todos os diferentes períodos de tempo (7, 14, 21, 45 e controle
contínuo) em que permaneceram em meio de indução para cada
genótipo em particular........................................................................
77
Tabela 13 - Resumo das plantas regeneradas in vitro a partir de botões florais
inoculados e mantidos nos meios de indução (MI1 e MI3) por
diferentes períodos de tempo (tempo de exposição - dias) no ano de
2007....................................................................................................
78
Tabela 14 - Número de cromossomos de cada planta regenerada nos estádios de
umbelas, tamanhos de botões florais, dias em meio de indução e
genótipos.............................................................................................
80
x
Tabela 15 - Resultado da análise isoenzimática para as duas plantas
regeneradas a partir de botões florais que foram analisadas, tipos de
explantes, dias em meio de indução e genótipos................................
83
Tabela 16 - Número de óvulos (explantes) viáveis (sem contaminação),
juntando-se os meios utilizados, para cada genótipo e tamanho de
botão floral..........................................................................................
85
Tabela 17 - Quantidade de óvulos viáveis inoculados em cada meio (A e B), na
presença e na ausência total de luz, para cada genótipo, quantidade
de calos, regenerações via calos (embriogênese indireta) e embriões
diretos obtidos.....................................................................................
87
Tabela 18 - Quantidade de óvulos viáveis inoculados em cada meio (C. D e E),
na presença e na ausência total de luz, para cada genótipo;
quantidade de calos, regenerações via calos (embriogênese indireta)
e embriões diretos obtidos..................................................................
88
Tabela 19 - Quantidade de óvulos viáveis inoculados em cada meio (F, G, H e
I), na ausência total de luz, para cada genótipo; quantidade de
calos, regenerações via calos (embriogênese indireta) e embriões
diretos obtidos.....................................................................................
89
Tabela 20 -
Resultado de explantes inoculados e contaminados em cada meio
de cultura (MS1, MS2 e MS3), para cada genótipo, tipo de explante
e desinfecção testadas.........................................................................
101
Tabela 21 - Resultado de explantes inoculados e contaminados em cada meio
de cultura (MSa, MSb; MSc; MSd; MSe; e MSf), para cada
genótipo e desinfecção testadas..........................................................
103
Tabela 22 - Quantidade de plantas inoculadas nos meios de bulbificação (MSA,
MSB, MSC, MSD) que bulbificaram para cada genótipo..................
104
xi
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1 - Esquema dos diferentes tipos de explantes obtidos de discos basais
de bulbos (A, B) e bulbinhos (C) de cebola..........................................
46
Figura 2 - Valores de comprimento de folha (cm) observados e pela regressão
para as concentrações (0,0; 5,0; 10,0; 20,0 e 40,0µM) de 6-BA
testadas visando ao crescimento de ápices caulinares..........................
50
Figura 3 - Valores de massa fresca de folha (g) observados e pela regressão
para as concentrações (0,0; 5,0; 10,0; 20,0 e 40,0µM) de 6-BA
testadas visando ao crescimento de ápices caulinares..........................
50
Figura 4 - Valores de massa seca de bulbinhos (g) observados e pela regressão
para as concentrações (0,0; 5,0; 10,0; 20,0 e 40,0µM) de 6-BA
testadas visando ao crescimento de ápice caulinar, após transferência
para meio de bulbificação.....................................................................
51
Figura 5 - Comprimento de planta observado para cada combinação de KIN e
6-BA: T1 (0;0); T2 (0;15); T3 (0;20); T4 (0;25); T5 (0;30); T6 (5;0);
T7 (5;15); T8 (5;20); T9 (5;25); T10 (5;30); T11 (10;0); T12(10;15);
T13 (10;20); T14 (10;25); T15 (10;30); T16 (15;0); T17 (15;15);
T18 (15;20); T19 (15;25); T20 (15;30); T21 (20;0); T22 (20;15);
T23 (20;20); T24 (20;25); T25 (20;30)................................................
55
Figura 6 - Valores de comprimento de planta (cm) observados e regressões
estimadas (6a-6j) dentro de cada concentração (desdobramentos de
graus de liberdade da análise de variância) para o dialélico com (0,0;
15,0; 20,0; 25,0; 30,0 µM de 6-BA) X (0,0; 5,0; 10,0; 15,0; 20,0µM
de KIN).................................................................................................
57
Figura 7 - Valores de razão bulbar observada e pela regressão linear para as
cinco concentrações de sacarose testadas. Razão bulbar: diâmentro
do pseudocaule dividido pelo diâmetro maior do bulbinho..................
59
xii
Figura 8 - Cultura de ápices caulinares de alho, clone IAC 19: a) e b) Estádios
iniciais em meio de crescimento MS completo acrescido com 5,0
µM de KIN e 0,0 de 6-BA do tratamento T6; c) Planta em meio MS
completo suplementado com 60 g.L
-1
de sacarose e sem
fitorreguladores com formação de bulbinho de alto valor de razão
bulbar ≥ 0,5 (bulbinho mal formado com a base do pseudocaule
emitindo folhas novas); d) Bulbinho de melhor conformação com
razão bulbar ≤ 0,5 em meio MS completo suplementado com 50 g.L
-
1
de sacarose e sem fitorreguladores...............................................
61
Figura 9 - Cultura de ápices caulinares de alho, clone IAC 19: a), b), c)
Diferentes bulbinhos formados inicialmente em meios do dialélico
6-BA x KIN, seguido de transferência das plantas para meio com
elevada concentração de sacarose. Os bulbinhos estão formados, mas
a parte aérea não mostra senescência. d) Bulbinho de razão bulbar
ideal, mas com emissão continua de brotações contribuindo para o
chochamento quando da retirada das condições in vitro e
manutenção no ambiente......................................................................
63
Figura 10 - Formação de bulbo com toalete prévia das folhas externas mostrando
a brotação nova do bulbo evidenciando a ausência de dormência das
gemas vegetativas presentes na base do bulbo.....................................
64
Figura 11 - Bulbinhos de alho da cultivar IAC-19, formados em meio de
bulbificação MS completo, sem fitorreguladores, suplementado com
60g.L
-1
de sacarose. Note-se bulbificação (setas) a partir de gemas
laterais..................................................................................................
67
Figura 12 - Valores de massa seca (g) de folhas observados para os dez
tratamentos testados com diferentes concentrações de MS, sacarose e
nitrogênio para desenvolvimento de bulbos.........................................
68
Figura 13 - Valores de notas (1 a 4) de intensidade de necrose e coloração da
parte aérea (folhas) observados para os dez tratamentos testados com
diferentes concentrações de MS, sacarose e nitrogênio para
desenvolvimento de bulbos...................................................................
68
xiii
Figura 14 - Valores de massa seca (g) de bulbinhos observados para os dez
tratamentos testados com diferentes concentrações de MS, sacarose e
nitrogênio para desenvolvimento de bulbos.........................................
69
Figura 15 - Taxa de calogênese em porcentagem obtida em três diferentes
genótipos de cebola (1842; 2519; 2592) à partir de cultivo de botões
florais de diferentes tamanhos: médios (0,014 g e/ou
≥ 4 mm) e
grandes (0,018 g e/ou ≥ 5 mm) e em meios de indução: MI1 - B-5
suplementado com de 75 g.L
-1
de sacarose, com fitorreguladores e
MI2 - B-5 suplementado com 30 g.L
-1
de sacarose, sem
fitorreguladores.....................................................................................
71
Figura 16 - Porcentagem de embriões formados em três diferentes genótipos de
cebola (1842; 2519; 2592) à partir de cultivo de botões florais de
diferentes tamanhos: médios (0,014 g e/ou ≥ 4 mm) e grandes (0,018
g e/ou ≥ 5 mm) e em meios de indução: MI1 - B-5 suplementado
com de 75 g.L
-1
de sacarose, com fitorreguladores e MI2 - B-5
suplementado com 30 g.L
-1
de sacarose, sem fitorreguladores............
72
Figura 17 - Número absoluto de plantas regeneradas, juntando-se tamanho de
botões médios (0,014 g e/ou ≥ 4 mm) e grandes (0,018 g e/ou ≥ 5
mm) e meios de indução (MI1 e MI2), para cada um dos três
genótipos testados (1842; 2519 e 2592)...............................................
73
Figura 18 - Análise cromossômica da planta regenerada 2479 mostrando
metáfase com 16 cromossomos............................................................
81
Figura 19 - Genótipo 2510, planta regenerada a partir de botão floral, aclimatada
em vaso, mantida em casa de vegetação...............................................
82
Figura 20 - Análise isoenzimática. Planta 1 - genótipo 2510, regenerada a partir
de botão floral; Planta 2 - genótipo 2753, regenerada a partir de
botão floral. a) e c) sistema isoenzimático EST; b) e d) sistema
isoenzimático GOT. Os círculos indicam as bandas das plantas
regeneradas testadas mostrando os 2 alelos diferentes para um
mesmo lócus.........................................................................................
84
Figura 21 - Óvulos de cebola em meio de cultura líquida (meio D) do genótipo
2753 com 20 dias de inoculação...........................................................
85
xiv
Figura 22 - Planta de cebola desenvolvida diretamente de um embrião de óvulo
inoculado em meio A, isolado de uma umbela aberta, botão grande,
genótipo 2592.......................................................................................
86
Figura 23 -
Calos organogênicos com setores verdes e gemas incipientes (setas)
e plantas regeneradas a partir de cultura de óvulos isolados (frascos à
direita) de cebola...................................................................................
86
Figura 24 -
Detalhes de plantas regeneradas (embriogênese direta) a partir de
células do saco embrionário de óvulos de cebola, sem a passagem
por calos................................................................................................
86
Figura 25 - Histogramas para a variável crescimento de óvulos, no meio de
cultura A (B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA,
contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão
ativado), tamanhos de botões (grandes, médios, pequenos) na
ausência total de luminosidade para os genótipos 2592 e 2892-15......
91
Figura 26 - Histogramas para a variável crescimento de óvulos, nos meios de
cultura (MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-
BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de
carvão ativado; MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado),
tamanhos de botões (grandes, médios, pequenos) e presença (16hs
luz, 8hs escuro) ou ausência total de luminosidade para os genótipos
2831-1; 1824 e 2546.............................................................................
91
Figura 27 - Histogramas para a variável crescimento de óvulos, para tamanhos
de botões (grandes, médios, pequenos), presença (16hs luz, 8hs
escuro) ou ausência total de luminosidade para o genótipo 2546 no
MEIO E (idem ao A, com 5 g.L
-1
de carvão ativado ao invés de 2
g.L
-1
) e genótipo 2753 no MEIO D (idem ao meio A, mas sem
carvão ativado e sem ágar - meio líquido)............................................
92
xv
Figura 28 - Histogramas para a variável crescimento de óvulos nos meios de
cultura MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-
BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de
carvão ativado; MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado.
MEIO F: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de 6-BA,
contendo 75 g.L
-1
de sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro de
vitaminas (10ml de tiamina HCl, 1ml de piridoxina HCl e 1ml de
ácido nicotínico); MEIO H: idem ao F, contendo 100 g.L
-1
de
sacarose ao invés de 75 g.L
-1
; MEIO I: idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado e 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
tamanhos de botões (grandes, médios, pequenos), na ausência total
de luminosidade para os genótipos 2831-4; 2856 e 2840.....................
92
Figura 29 - Histogramas para a variável porcentagem de calos em cebola, para o
meio A (B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA,
contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão
ativado), diferentes tamanho de botões (Grande, Médio, Pequeno),
na ausência total de luz para os genótipos 2592 e 2892-15..................
94
Figura 30 - Histogramas para a variável porcentagem de calos em cebola, meios
em que os óvulos foram inoculados (MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8
g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO B: idem ao meio A
sem carvão ativado), diferentes tamanho de botões (G, M, P) e
presença (16hs luz, 8hs escuro) ou ausência total de luz (L e E) para
os genótipos 2831-1; 1824 e 2546........................................................
95
Figura 31 - Histogramas para a variável porcentagem de calos em cebola,
diferentes tamanho de botões (G, M, P), presença (16hs luz, 8hs
escuro) ou ausência total de luminosidade para o genótipo 2753 no
MEIO D (idem ao meio A, mas sem carvão ativado e sem ágar -
meio líquido) e genótipo 2546 no MEIO E (idem ao A, com 5 g.L
-1
de carvão ativado ao invés de 2 g.L
-1
)..................................................
96
xvi
Figura 32 - Histogramas para a variável porcentagem de calos em cebola, meios
em que os óvulos foram inoculados MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de
2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO B: idem ao meio A sem
carvão ativado. MEIO F: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro
de vitaminas (10ml de tiamina HCl, 1ml de piridoxina HCl e 1ml de
ácido nicotínico); MEIO H: idem ao F, contendo 100 g.L
-1
de
sacarose ao invés de 75 g.L
-1
; MEIO I: idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado e 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
tamanhos de botões (grandes, médios, pequenos), diferentes
tamanho de botões (G, M, P) na ausência total de luz para os
genótipos 2831-4; 2856 e 2840.............................................................
97
Figura 33 - Explantes de discos basais inoculados em meio de cultura com início
de desenvolvimento do genótipo 2778. a) e b) explante B em meio
MS1; c) explante A em meio MS3 e d) explante A em meio
MS2.....................................................................................................
102
xvii
ÍNDICE ANEXOS
7.1 Anexo 1 - Tabelas...................................................................... 123
Tabela 1 – Material vegetal utilizado nos experiementos in vitro de cebola
com as respectivas características individuais, de interesse ao
programa de melhoramento genético fornecido pela empresa
SAKATA SEED SUDAMERICA LTDA........................................
123
Tabela 2 – Protocolo utilizado para preparo do Gel para análise
isoenzimática....................................................................................
124
Tabela 3 – Protocolo utilizado para isoenzima Esterase (EST) (E.C. 3.1.1.1),
para 50ml..........................................................................................
125
Tabela 4 – Protocolo utilizado para isoenzima Glutamato Oxaloacetato
Transaminase (GOT) (E.C. 2.6.1.1), para 20ml...............................
125
Tabela 5 – Protocolo utilizado para isoenzima Malato Desidrogenase (MDH)
(E.C.1.1.1.37), para 50ml.................................................................
125
Tabela 6 – Protocolo utilizado para isoenzima Glucose-6-fosfato
Deshidrogenase (G
6
PD) (E.C 1.1.1.44), para 50ml.........................
126
7.2 Anexo 2 - Meios de Cultura....................................................... 127
7.2.1 Meio B-5 (Gamborg et al. 1968) para 1L.........................................
127
Tabela 7 – Quantidades de macronutrientes a serem pesados para preparo do
meio B5............................................................................................
127
Tabela 8 – Quantidades de vitaminas a serem pipetadas para preparo do meio
B5.....................................................................................................
127
Tabela 9 – Quantidades de substâncias orgânicas a serem pesadas para
preparo do meio B5..........................................................................
128
7.2.2 Meio MS (Murashige & Skoog, 1962) para 1L...................... 128
Tabela 10 – Quantidades de macronutrientes a serem pesados para preparo do
meio MS...........................................................................................
128
Tabela 11 – Quantidades de vitaminas a serem pipetadas para preparo do meio
MS....................................................................................................
129
Tabela 12 – Quantidades de substâncias orgânicas a serem pesadas para
preparo do meio MS.........................................................................
129
7.3 Anexo 3 - Figuras....................................................................... 130
xviii
Figura 1 -
Planta de alho bem desenvolvida com presença de raízes em meio
de bulbificação com 30g.L
-1
de sacarose sem a formação de
bulbinho............................................................................................
130
Figura 2 - Óvulos de cebola; a) Vista de topo mostrando forma esférica e
sem formação de massa embrionária no interior; b) vista lateral
mostrando formato alongado e também sem formação de massa
embrionária; c) óvulo (direita) em corte transversal com nítida
formação interna de massa celular ou embrião (seta)......................
130
xix
LONGO, Ana Elisa de Oliveira e. Micropropagação de Alho e Ginogênese In Vitro
de Cebola. 2009. 130f. Dissertação (Mestrado em Genética, Melhoramento Vegetal e
Biotecnologia) – Pós-Graduação – IAC.
RESUMO
Dentre as hortaliças cultivadas no Brasil, duas espécies do gênero Allium, o alho e a
cebola, ocupam posição de destaque tanto econômico quanto social. Por isso, programas
de melhoramento genético incluindo ferramentas biotecnológicas são importantes para o
desenvolvimento de novas cultivares adaptadas às condições brasileiras de solo e clima.
O alho é uma espécie de propagação vegetativa, por isso o melhoramento genético se
baseia em métodos que aumentem a variabilidade genética, como mutações, variação
somaclonal e outros métodos de cultura de tecidos, bem como engenharia genética.
Protocolos eficientes de crescimento de ápices caulinares e posterior bulbificação in
vitro são importantes para limpeza clonal e manutenção da fidelidade genética. Já a
cebola é uma planta alógama, de ciclo bienal, que apresenta baixa taxa de
autofecundação. A indução de haplóides via ginogênese in vitro tem grande potencial
por acelerar a produção de linhas homozigotas, que são de extremo interesse para a
produção comercial de híbridos F
1
. Os objetivos desta dissertação foram: 1) estudar as
combinações de meios de cultura in vitro para micropropagação e bulbificação de alho;
2) induzir haplóides via ginogênese in vitro de cebola; e 3) estudar a micropropagação e
bulbificação de cebola. Para crescimento de ápices caulinares de alho, foram testadas
diferentes concentrações de 6-BA, sozinho, ou em combinação com cinetina. Na
bulbificação foram testados meios com diferentes concentrações de sacarose, sais de
MS e nitrogênio. Para indução de ginogênese in vitro de cebola foram utilizados
inicialmente botões florais e testados diferentes meios de indução com ou sem
fitorreguladores e concentrações de sacarose, além de diferentes tempos de indução.
Foram feitas análises cromossômicas para constatar a ploidia e análises isoenzimáticas
visando diferenciar plantas heterozigotas de homozigotas. Posteriormente foram
utilizados óvulos, testando-se meios com presença ou ausência de carvão ativado,
diferentes concentrações de fitorreguladores e sacarose, sob presença ou ausência total
de luminosidade. Para micropropagação de cebola a partir de discos basais foram
testadas 8 desinfecções em meios com diferentes concentrações de 6-BA e NAA. Para
bulbificação, foram testados meios com diferentes concentrações de sacarose. Os
resultados evidenciaram que a melhor concentração de 6-BA para crescimento de ápices
xx
caulinares de alho foi 5µM, pois nesta concentração houve aumento da massa fresca dos
bulbilhos. O estudo constatou interação entre as citocininas 6-BA e KIN para
comprimento de planta. Pode ser usada tanto essa combinação quanto 6-BA, isolado.
Para aumento de massa de bulbinho com senescência de folhas na bulbificação em alho,
deve-se aumentar a concentração de sacarose, fornecer nutrientes pelo meio MS, mas
retirar os compostos nitrogenados. Os experimentos de ginogênese in vitro de cebola
utilizando-se botões florais mostraram alta contaminação e hiper-hidricidade e 0,142%
de regeneração. As análises cromossômicas e isoenzimáticas mostraram que as plantas
regeneradas eram diplóides e heterozigotas. Os experimentos utilizando-se óvulos
mostraram baixa contaminação, 0,106% de plantas regeneradas e 10,52% de calos com
potencial para regeneração. O experimento de micropropagação e bulbificação em
cebola teve alta taxa de contaminação, ficando sem repetibilidade, mas mostrou que
todas as combinações testadas que não contaminaram regeneraram plantas e
bulbificaram.
Palavras-chave: Allium, ápices caulinares, duplo-haplóides, bulbificação.
xxi
LONGO, Ana Elisa de Oliveira e. Micropropagation of garlic and in vitro onion
gynogenesis. 2009. 130p. Dissertation (Master Program in Genetics, Plant Breeding and
Biotechnology) – Postgraduate – IAC.
ABSTRACT
Among the vegetables that are cultivated in Brazil, two species of the genus Allium,
garlic and onion, are economically and socially relevant. Because of that, genetic
breeding programs including biotechnological tools are important for the development
of new cultivars that are well adapted to Brazilian water and soil conditions. Garlic is a
vegetatively propagated species, so its genetic improvement is based on methods that
improve genetic variability, such as mutations, somaclonal variation and other tissue
culture methods, as well as on genetic engineering. Efficient protocols for the
development of meristematic apices and subsequent in vitro bulbing are important for
obtaining virus-free clones and for the preservation of genetic identity. Onion is an
allogamic plant, with biennual flowering cicle and low inbreeding rates. Thus, induction
of haploid plants through in vitro gynogenesis has great potential for accelerating the
production of homozygous lines, which are interesting for commercial breeding of F
1
hybrids. The objectives of this dissertation were: 1) to study combinations of in vitro
culture media for garlic micropagation and bulbing; 2) to induce haploid plants through
in vitro onion gynogenesis; and 3) to study micropropagation and bulbing in onion.
Different concentrations of BAP, as well as combinations of BAP and KIN, were tested
for the development of garlic meristematic apices. For bulbing, media with different
concentrations of sucrose, MS and nytrogen were tested. For in vitro onion gynogenesis
induction, flower buds were initially used, and different induction media, with or
without phytoregulators and sucrose concentrations as well as different induction times
were tested. In order to verify ploidy levels and to distinguish heterozygous from
homozygous plants, chromosomal and isozymatic analises were conducted. Subsequent
experiments with ovules tested media with or without activated charcoal and different
sucrose and phytoregulator concentrations, in light or total darkness conditions. Eight
sterilization tests, in different BAP and NAA concentration media, were conducted for
onion propagation from basal plates. For bulbing, different sucrose concentration media
were tested. Results showed that the best concentration of BAP for the development of
meristematic garlic apices was 5µM, which led to the increase in bulblet fresh matter.
The study showed interaction between BAP and KIN for length of the plant. However,
xxii
BAP can be used alone with the same results. In order to increase bulblet fresh matter
with leaf senescence in bulbing, sucrose concentration should be increased, and
nutrients should be provided through MS medium, but nytrogenic compounds should be
excluded. Onion in vitro gynogenesis experiments with flower buds led to high rates of
contamination and hyperhydricity, and 0.142% of regeneration. Chromosomal and
isozymatic analises showed that regenerants were diploid and heterozygous.
Experiments with ovules showed low rates of contamination, 0.106% of regenerated
plants and 10.52% calli with regenerating potential. Micropapagation and bulbing
experiments in onion led to high contamination rates, thus preventing repeatability, but
media combinations that did not contaminate regenerated plants and induced bulbing.
Key Words: Allium, meristematic apices, double haploids, bulbing.
1
1 INTRODUÇÃO
Devido a suas características acentuadas de aroma e sabor, o alho (Allium
sativum L.) e a cebola (Allium cepa L.) têm posição de destaque como condimento de
consumo in natura em todo o mundo. A cebola é a terceira hortaliça em importância
econômica no Brasil, sendo superada apenas pela batata e pelo tomate. O alho é uma
das hortaliças de maior relevância econômica e social no Brasil, sendo cultivado
principalmente por pequenos agricultores.
O estresse ambiental, a incidência de doenças e a utilização de cultivares não
adaptadas aos sistemas de cultivo são as causas que mais contribuem para a baixa
produtividade nacional de cebola e alho. O Brasil é, atualmente, muito carente em novas
cultivares disponíveis aos produtores e são poucos os programas de melhoramento para
as duas hortaliças.
O Brasil produz, atualmente, cerca de 60% do alho que consome e importa o
restante. Embora a produção tenha aumentado na última década, os rendimentos médios
das lavouras ainda são baixos. Naturalmente, fatores como clima e solo concorrem para
essa variação, mas a questão está mais relacionada às cultivares plantadas e às técnicas
de cultivo diferenciadas (MENEZES SOBRINHO, 1997), destacando-se a baixa
tecnologia que, muitas vezes, é adotada do plantio à colheita do alho. O mercado
consumidor prefere alhos do tipo nobre e seminobre que competem no mercado com as
cultivares importadas.
Da mesma forma, os produtores de cebola procuram por um produto com maior
competitividade em qualidade, custos e preços, optando assim, por cultivares que
garantam maior produtividade, apresentem maior grau de resistência às doenças e que
exibam padrão comercial similar ao do produto importado, especialmente quanto à
uniformidade no tamanho do bulbo, cor, retenção de escamas e sabor. Estas preferências
incluem cultivares de polinização aberta ou híbridos que proporcionem uma colheita
uniforme, exatamente dentro da época programada (VILELA et al., 2002). Os poucos
híbridos plantados no Brasil são importados e se adaptam a uma área muito restrita do
território. O desenvolvimento de híbridos de cebola a partir de germoplasma nacional é
uma necessidade urgente para contribuir para a elevação da produtividade. O tempo
para obtenção de híbridos de cebola é de 15 a 20 anos, devido a um ciclo semente-
semente da cultura levar dois anos. Para reduzir os custos da produção de sementes
2
híbridas, a utilização de macho-esterilidade é a forma mais difundida entre as empresas
produtoras de sementes, dentro e fora do país.
Já o alho é uma planta que se propaga predominantemente por via assexuada, e
apenas em alguns clones da região de origem há ocorrência de sementes férteis. Este
tipo de multiplicação é muito moroso e implica no uso de um elevado número de
bulbilhos para propagar a cultura no campo, onde podem surgir diversos tipos de
doenças e outros danos mecânicos (PEIWEN et al., 2000).
Combinar genótipos é um desafio para os melhoristas de alho. Por via sexual
isso é impossível, então a alternativa seria a engenharia genética (via somática). A
cultura de células e tecidos in vitro é uma alternativa usada para a sua multiplicação
vegetativa, com a vantagem da obtenção de plantas isentas de micro-organismos por
cultura de meristemas. Além disso, a microbulbificação in vitro permite a transferência
para terra de plantas provenientes da cultura de meristemas sem perdas pelo processo de
aclimatação, bastante drástico em outras espécies que não possuem estas estruturas
reprodutivas.
No caso da cebola, o longo ciclo da espécie, e a baixa variabilidade genética das
linhas A (macho-estéril-MS) e B (linha mantenedora) têm limitado a obtenção de
híbridos no Brasil. Utilizando-se a técnica da cultura de tecidos vegetais, especialmente
a cultura in vitro de óvulos, ovários ou botões florais de cebola, é possível reduzir o
tempo de obtenção de linhas “C” (polinizadoras) homozigotas, criar variabilidade e
desenvolver novas variedades. A indução de plantas haplóides ou duplo-haplóides a
partir da cultura de óvulos (ginogênese) oferece ao melhoramento convencional a
possibilidade de obter linhas puras, derivadas de óvulos oriundos de plantas da geração
F
1
ou F
2
.
Visando à aplicação das biotecnologias apropriadas ao melhoramento genético
de cada espécie estudada, os objetivos deste trabalho foram:
Alho:
a) estudar o efeito da citocinina 6-BA isolada ou em combinação com cinetina,
na taxa de multiplicação de plantas de alho a partir de cultura de ápices meristemáticos
caulinares;
b) estudar o efeito de concentrações de sacarose e combinações de nitrogênio e
sacarose na bulbificação in vitro, da cultivar Lavínia.
3
Cebola:
c) desenvolver metodologia para obtenção de plantas haplóides e/ou duplo-
haplóides, por meio da ginogênese in vitro;
d) micropropagar plantas de cebola a partir de cultura de discos basais;
e) estudar o efeito de concentrações de sacarose na bulbificação in vitro.
4
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Aspectos Gerais da Cultura de Alho
O Allium sativum L. (alho) é uma planta herbácea originária da Ásia Central,
que normalmente alcança quarenta a sessenta centímetros de altura, dependendo da
cultivar plantada. Possui folhas lanceoladas, com o limbo medindo de 0,20 a 0,30 m de
comprimento. O pseudocaule é formado pela bainha das folhas, as quais se implantam
em um caule pequeno e achatado (disco ou cilindro central). É uma espécie diplóide
(2n=16), anual e monocotiledônea, com planta do tipo herbácea, cujo órgão de
armazenamento, classificado como bulbo, é a parte comercial (DUSI, 1995; MENEZES
SOBRINHO, 1997). Devido a suas características acentuadas de aroma e sabor, o alho,
Allium sativum L., tem posição de destaque como condimento de consumo in natura em
todo o mundo. Sob condições climáticas favoráveis, as gemas do caule (meristemas)
desenvolvem-se formando, cada uma, um bulbilho ou dente. Em seu conjunto, os
bulbilhos formam o bulbo. O bulbo é arredondado, às vezes levemente periforme, e
constituído de 5 a 56 bulbilhos, às vezes mais. Estes últimos têm, geralmente,
morfologia ovóide-arqueada, algo falciforme, sendo envoltos por duas (raramente uma
ou mais de duas) folhas protetoras (brácteas), brancas ou arroxeadas. Os bulbilhos estão
ligados ao caule pela base, sendo recobertos por várias brácteas que, em seu conjunto,
constituem a capa (túnica). A capa é delgada, branca ou arroxeada. Na porção basal do
caule verdadeiro localizado abaixo do solo, sendo um disco achatado, situado na
extremidade inferior do bulbo, situa-se o sistema radicular. As raízes formam um
sistema do tipo fasciculado, atingindo profundidades desde 40 até 80 cm. As folhas são
emitidas na parte superior do caule, variando de estreitas a largas, podendo na
superfície apresentar-se lisa ou com maior cerosidade. O escapo floral, quando presente,
tem sua origem no centro do bulbo (JONES & MANN, 1963; MENEZES SOBRINHO,
1978).
O alho é uma espécie que, para bulbificar, necessita de dias longos e crescentes
no terço final do ciclo para desenvolvimento, maturação dos bulbos e, por fim, para
realizar a colheita após a senescência das plantas. Entretanto, no início do ciclo há
necessidade de temperaturas amenas e disponibilidade de nutrientes para a fase juvenil,
que é de pleno crescimento vegetativo. No meio do ciclo (após cerca de dois meses) há
necessidade de um período de frio (pelo menos um mês) para quebra da dormência dos
5
meristemas localizados na base da planta (disco ou prato basal) na inserção das folhas,
para indução do processo de bulbificação (LISBÃO et al., 1993; MENEZES
SOBRINHO, 1997). Este estímulo de frio está relacionado com mudanças de balanços
hormonais endógenos (FERREIRA et al., 1986 e CARVALHO et al. 1980) que
resultam na mudança de rota dos meristemas de desenvolvimento de folhas expandidas
para folhas de reserva (futuros bulbilhos ou dentes) onde serão acumulados os foto-
assimilados com o aumento gradual da temperatura e fotoperíodo (MANN, 1952 e Mc
COLLUM, 1976).
De acordo com a qualidade do bulbo, principalmente número de bulbilhos, o
alho é classificado em três grupos. O alho nobre possui de 8 a 14 dentes de película
roxa ou avermelhada (característica exigida pelo consumidor), regularmente inseridos
no bulbo (não encavalados) e a túnica externa ou pele dos bulbos é branca. As
cultivares (Caxiense, Chonan, Contestado, Quitéria, Roxo Pérola de Caçador ou
simplesmente Caçador e Tupamaro) são vernalizadas, isto é, o bulbo fica em câmara
frigorífica para indução de bulbificação em laitudes próximas do equador (SIQUEIRA
et al., 1985). São mais exigentes em fotoperíodo (período que a planta necessita de
exposição à luz para bulbificação, que normalmente é de 16h na luz e oito no escuro;
neste caso mais de 16h de luz) e frio para a bulbificação (ciclo tardio na região de
origem – Ásia Central) e, portanto, mais adaptados ao Sul do país. Estes alhos precisam
de horas de frio adicionais (ainda nos bulbos ou dentes) para redução do mínimo crítico
de horas de luz para entrar em indução da bulbificação nas condições não sulinas do
país, o que confere maior custo à produção (LISBÃO et al., 1993). Porém, apesar da
grande exigência em fotoperíodo, ou seja, precisam de mais horas na luz e mais frio
para bulbificarem, essas cultivares são as que competem no mercado com as importadas
do Chile, Argentina, México, Espanha e EUA (SIQUEIRA et al., 1985; LISBÃO et al.,
1993).
As cultivares de ciclo médio menos exigentes em fotoperíodo (mínimo crítico
indutivo menor), que possuem até 18 dentes, portanto, sem os chamados palitos (dentes
pequenos e afilados), foram classificadas como seminobres. Os principais
representantes desse grupo são: Lavínia e seleções, Amarante, Gigante Roxo, Roxinho,
Peruano, Gigante Inconfidente, Gigante Curitibanos, Mendonça, Roxo de Arantes,
Gigante de Tietê, Chinês, etc. Possuem bulbos arroxeados, ovalados, com dentes
“encavalados”, portanto de inserção irregular dos bulbilhos, de película arroxeada. São
6
comerciais por apresentarem dentes graúdos, porém o aspecto geral é inferior aos
vernalizados e importados (SIQUEIRA et al., 1985).
No terceiro grupo, encontram-se as cultivares com número grande de dentes
pequenos, depreciadas no comércio. Ficam neste grupo, denominado de comum, os
alhos precoces (Gravatá, Branco Mineiro, Cajuru, Canela de Ema, Mineiro, etc), que
são pouco ou não exigentes em fotoperíodo, necessitando apenas de um período frio no
meio do ciclo para bulbificação. Como são precoces, os bulbos são pequenos (número
de dentes > 25 por bulbo), comparativamente aos seminobres e nobres (estes quando
tecnicamente bem produzidos), e com rejeição maior no comércio. Compõem também
este grupo os alhos tardios, como o Centenário, Caiano, Barbado, etc, (> 30 dentes por
bulbo) que apesar de apresentarem bulbos brancos de boa conformação têm a presença
de palitos (dentes pequenos e afilados) e os do tipo Cateto (Cateto Roxo) que são de
ciclo médio, mas também com elevado número de bulbilhos também sem expressão
comercial (LISBÃO et al., 1993).
O mercado consumidor prefere alhos do tipo nobre e seminobre, ou seja,
aqueles que apresentam bulbos firmes, bem encapados e cujos bulbilhos, regularmente
inseridos, sejam grandes e em número de até 20, pois, caso contrário, os bulbilhos
internos tornam-se pequenos e afilados (conhecidos por palitos) (SIQUEIRA et al.,
1985; ILLG & SIQUEIRA, 1986). Nessas características enquadra-se a maioria das
cultivares de ciclo médio (alhos seminobres) e as de ciclo longo, que necessitam de
vernalização ou frigorificação dos bulbos ou bulbilhos antes do plantio (alhos nobres)
(SIQUEIRA et al., 1996).
Os alhos mais exigentes em fotoperíodo (dias mais longos) e frio para
bulbificarem são mais sensíveis ao defeito genético-fisiológico chamado de
pseudoperfilhamento ou pseudobrotação, que deforma o bulbo (bulbo-aberto) tornando-
o impróprio para o comércio. Esse fenômeno tem sido associado, dentre outros fatores,
a níveis elevados de nitrogênio e de água no solo, especialmente no estádio final da
cultura (VASCONCELLOS et al., 1971; SOUZA & CASALI, 1986; COSTA et al.,
1993). Plantas que produzem pseudobulbos podem ser reconhecidas durante os estádios
de crescimento, pela presença de brotações laterais que surgem entre a bainha das folhas
normais (SOUZA & CASALI, 1986). Nas regiões de origem (Ásia Central), onde o frio
é natural, esse problema é inexistente. Nas condições limítrofes de produção, em
latitudes menores que as do Sul do hemisfério, como por exemplo, no Estado de São
7
Paulo, necessita-se de aplicar horas de frio artificial nos bulbilhos, em câmaras
frigoríficas (de 4°C a 8°C), por um período médio de 35 dias, para que possa ocorrer a
bulbificação. Esta condição de frio artificial provoca o pseudoperfilhamento em taxas
variáveis de acordo com outros componentes também indutores: chuvas ou excesso de
umidade no começo do ciclo, adubação nitrogenada em cobertura na quantidade usada
para os seminobres, plantio precoce (março a abril) e cultivares nobres mais sensíveis
(SIQUEIRA et al., 1985; LISBÃO et al., 1993).
Outro problema fisiológico que reduz a conservação do alho é o chochamento
(perda de água). O aumento da ocorrência de bulbos chochos tem sido correlacionado,
dentre outros fatores, com doses crescentes de N no final do ciclo - bulbificação
(COSTA et al., 1993).
As principais pragas que atacam o alho são os tripes (Thripis tabaci), ácaros
(Aceria tulipae), lagarta-rosca (Agrotis ipsilon), traças (Ephestia elutella; Cadra
cautella e Plodia interpunctella), caruncho das tulhas (Araecerus fasciculatus) e
nematóide (Ditylenchus dipsaci), e as principais doenças são a ferrugem (Puccina allii),
mancha-púrpura (Alternaria porri), podridão-branca (Sclerotium cepivorum), fusariose
(Fusarium sp), podridões bacterianas por várias espécies e viroses, essas transmitidas
por afídeos, principalmente pulgões (TRANI et al., 1997). Para controlar essas doenças
e pragas, deve-se evitar as áreas infestadas, utilizar alho-semente de boa procedência e
fazer rotação de cultura com feijão, vagem e outras hortaliças de verão (TAVARES et
al., 1998).
O Brasil produz, atualmente, cerca de 60% do alho que consome e importa o
restante da Argentina, Espanha, Chile e China. Segundo dados da FAO (2003), a
produção mundial de alho fica em torno de oito milhões de toneladas. Estima-se o
consumo anual de alho no Brasil em torno de 100.000 toneladas, para uma produção
nacional anual de cerca de 120.000 toneladas (IBGE 2001). Embora a produção tenha
aumentado na última década, os rendimentos médios das lavouras ainda são baixos,
cerca de 7,0 t/ha (FAO 2001; IBGE 2001), mantendo-se nestes níveis até o presente.
Tomada regionalmente, a variação de produtividade é muito grande, com alguns
produtores chegando a produzir até mais de 13 t/ha, enquanto outros não colhem nem 1
t/ha (BUSO et al., 2004). No estado de São Paulo a produção em 2007 foi de 860 ton
em uma área de 105,50 ha (IEA 2008). Fatores como clima, solo, suscetibilidade a
8
doenças e cultivares apropriados estão como as principais fontes desta variação de
rendimento no país (MENEZES SOBRINHO, 1997; BUSO et al. 2004).
O Estado de São Paulo já conta com um bom número de cultivares de alho
disponíveis aos produtores. As regiões Sul e Sudeste produzem 80% do alho nacional.
Os estados que mais produzem são Santa Catarina, Minas Gerais, Rio Grande do Sul,
Paraná, Espírito Santo e São Paulo (MENEZES SOBRINHO, 1997).
No estado de São Paulo, destacam-se como produtores, os municípios de
Arealva, Vargem Grande do Sul, Piedade, Pilar do Sul, Ibiúna, Birigui, Divinolândia,
Botucatu, Itatiba, Tietê, Tatuí, Araras, Três Fronteiras, Ribeirão Preto, Jundiaí, Ilha
Solteira e Piracicaba (TRANI et al., 1997).
Mesmo com flutuação regional de rendimento, o alho é uma cultura muito
apropriada para agricultura familiar por demandar mão de obra contínua numa área
reduzida em função do adensamento de plantio, ao redor de 60 plantas por m
2
de
canteiro, totalizando cerca de 450 mil plantas por ha. Os dentes ou bulbilhos são a
estrutura de reserva do alho dentro dos bulbos e são as unidades de plantio, encarecendo
muito a lavoura. A qualidade destes bulbilhos e a genética da cultivar são as variáveis
mais importantes para o aumento de rendimento da cultura. Como o alho é uma espécie
tipicamente de propagação vegetativa (KOUL & GOHIL, 1970; KOTLINSKA, et al.
1991), o uso da variabilidade genética no melhoramento fica condicionado às mutações
naturais ou induzidas, bem como às coletas de germoplasma de várias origens com
testes posteriores de avaliação. Processos biotecnológicos como a cultura de meristemas
in vitro, variação somaclonal e mais recentemente de transgenia também podem
contribuir para obtenção de uma nova cultivar. O desenvolvimento de protocolos de
obtenção de plantas completas de alho via cultura de ápices meristemáticos caulinares é
de fundamental importância, pois explantes podem ser utilizados para processos de
transformação genética (biobalística e cocultivo com Agrobacterium), desinfecção de
patógenos, principalmente viroses em cultivares comerciais e manutenção da fidelidade
genética das plantas matrizes de alto valor comercial (KERBAUY, 1999).
2.2 Cultura de Tecidos em Alho
A cultura de tecidos é uma terminologia genérica que serve para representar
todo um conjunto de técnicas de manipulação in vitro de células, protoplastos, órgãos e
tecidos somáticos vegetais. Consiste na criação de condições específicas quanto a meios
9
de cultura e controle de ambiente para o restabelecimento in vitro da divisão,
crescimento e diferenciação celulares. Aos meios de cultura são fornecidas combinações
e concentrações adequadas de compostos inorgânicos e orgânicos, além de reguladores
de crescimento. O meio básico de cultura de tecidos vegetais mais conhecido e
difundido entre os diversos laboratórios de biotecnologia é o idealizado por
MURASHIGE & SKOOG (1962), denominado simplificadamente MS. Entretanto,
muitos outros são conhecidos na literatura específica.
As vantagens de cultivar de alho livre de vírus quando comparado com plantas
infectadas foram claramente demonstradas por MESSIAN et al. (1981) e depois por
WALKEY & ANTILL (1989). Estes últimos autores compararam a produtividade
média de plantas infectadas e livres de vírus, encontrando, em cinco das seis variedades
testadas, um aumento substancial na produtividade das plantas fitossanitariamente
“limpas”, de 33% a 88%, quando comparadas às plantas infectadas (ILLG et al., 1983).
ILLG et al. (1983), descreveram a técnica da cultura de tecidos, adaptada às
variedades comerciais de alho por microbulbilhos, visando ao melhoramento
fitossanitário in vitro e ao estudo do potencial da variação somaclonal para fins de
seleção de novos clones.
Para se desenvolver uma metodologia de produção de híbridos somáticos de
alho há necessidade, em primeiro lugar, de se identificar os genótipos que possuam
capacidade para regenerar plantas a partir de células. Os primeiros protocolos de
regeneração para Allium sativum com resultados positivos foram desenvolvidos a partir
de folhas.
As regenerações via embriogênese somática ou organogênese, com a utilização
de diferentes explantes de alho, sempre são relatadas na literatura com altas taxas de
frequência de regeneração. Diferentes explantes do alho foram utilizados, tais como:
bulbilhos, meristemas, raízes (HAVEL & NOVÁK,1986), diferentes partes das folhas
(distais e basais) (REICHART et al.,1988), caules (ILLG et al., 1983), discos basais
(RAVNICAR et al., 1993), entre outros. No entanto, os explantes que deram melhores
resultados foram os das pontas meristemáticas das raízes (HAQUE et al., 1997;
MARTÍN-URDÍROZ et al., 2004) e de ápices meristemáticos caulinares (MOHAMED-
YASSEEN et al., 1994).
Os estudos revelam que diferentes reguladores de crescimento foram
adicionados aos meios, tais como: ácido jasmônico (RAVNICAR et al., 1993), auxina
10
NAA, citocinina BAP, auxina sintética 2,4-D (ILLG et al., 1983), citocinina TDZ
(YASSEN et al., 1993), auxina IAA, citocinina artificial KIN (REICHART et al.,1988).
Porém, o regulador que proporcionou melhor resultado na desdiferenciação celular foi o
2,4-D (ILLG et al., 1983).
As citocininas estimulam a divisão das células vegetais e a formação e
atividade dos meristemas apicais. Apesar de regularem muitos processos celulares, o
controle da divisão celular é o processo central no crescimento e no desenvolvimento
vegetal, sendo considerado indicador para essa classe de reguladores de crescimento,
principalmente na cultura de tecidos (TAIZ & ZEIGER, 2004).
As auxinas são uma classe de hormônio vegetal que estimula o alongamento
celular de coleóptilos e segmentos caulinares, divisão celular em culturas de calos na
presença de citocininas e formação de raízes adventícias em folhas ou caules excisados
(TAIZ & ZEIGER, 2004). Meios somente com auxina ou com alta relação
auxina/citocinina mantêm a divisão celular, levando à formação de calos (CAPLIN &
STEWARD, 1948).
Os protocolos de micropropagação de alho devem permitir o crescimento in
vitro e subsequente bulbificação também in vitro por meio de formação de
microbulbinhos ou simplesmente bulbinhos. Microbulbinhos são estruturas viáveis de
reserva, induzidas in vitro sob estresse fisiológico ou mediante a combinação de
reguladores de crescimento (RACCA et al., 1989).
O crescimento de ápices caulinares, seguido pela bulbificação in vitro, assegura
a fixação de genótipos e a sua transferência para condições naturais de campo, sem a
necessidade prévia de aclimatação (MOHAMED-YASSEEN et al., 1994). Da mesma
forma, a alta frequência de embriões e brotos formados por embriogênese somática ou
organogênese respectivamente, seguida pela bulbificação in vitro das plantas obtidas,
permite a redução de perdas por aclimatação. Desta forma, a bulbificação in vitro pode
ser útil (MOHAMED-YASSEEN et al., 1994).
A microbulbificação in vitro constitui um avanço tecnológico muito
importante, pois permite a transferência para terra de plantas provenientes da cultura de
ápices meristemáticos sem perdas pelo processo de aclimatação, bastante drástico em
outras espécies que não possuem estas estruturas. Além disso, é bastante útil em
programas de intercâmbio de germoplasma (ILLG et al., 1983).
O nitrogênio influencia no crescimento e desenvolvimento de muitas plantas.
Geralmente, o nitrato é a fonte principal, variando de acordo com a espécie e fatores
11
ambientais. Altas concentrações de NH
4
NO
3
podem ser tóxicas e prejudiciais ao
desenvolvimento das plantas, mas em baixas concentrações têm aumentado o
desenvolvimento destas (BARKER & MILLS, 1980). A presença de nitrogênio na
forma amonical leva a uma diminuição da nitrificação, com redução de energia que
ocorre na conversão enzimática de nitrato à amônio, com possível toxidez de NH
4
+
no
início do crescimento. A disponibilidade maior de NO
3
-
na fase crítica (final do ciclo)
tem prejudicado a bulbificação em alho, causando perfilhamento, segundo
MAGALHÃES (1986).
2.3 Aspectos Gerais da Cultura da Cebola
A cebola (Allium cepa L.), é uma espécie diplóide (2n=16), herbácea, cuja parte
comestível é o bulbo tunicado, que apresenta variações em formato, cor, pungência,
tamanho e conservação pós-colheita (CASTELLANE et al., 1990). Pertence à família
Alliaceae, com mais de 600 espécies, sendo alógama e predominantemente entomófila
(MULLER & CASALI, 1982). No desenvolvimento da planta, as folhas, que podem ser
cerosas ou não, apresentam disposição alternada, formando duas fileiras ao longo do
caule. As bainhas foliares, nas quais a folhas se inserem, projetam-se acima da
superfície do solo e formam uma estrutura firme, geralmente conhecida como
pseudocaule. O caule verdadeiro localiza-se abaixo do solo, sendo um disco achatado,
situado na extremidade inferior do bulbo, que emite raízes fasciculadas, pouco
ramificadas, com maior concentração nos primeiros 30 centímetros do solo (JONES &
MANN, 1963). É uma espécie de dias longos, ou seja, bulbifica somente com um
fotoperíodo acima de um determinado valor crítico, que depende da cultivar (JONES &
CLARK, 1943). Entretanto, a necessidade fotoperiódica mínima pode ser reduzida
quanto menor a temperatura de cultivo. Quando as condições de temperatura e de
fotoperíodo favorecem a bulbificação, inicia-se uma série de transformações, das quais
as mais importantes são a dilatação das folhas basais a uma pequena distância acima do
caule e o armazenamento de substâncias de reserva nessas folhas modificadas. Após a
formação do bulbo, a planta toda entra em dormência, as lâminas foliares próximas ao
centro do bulbo abortam e as bainhas destas sofrem um processo de engrossamento,
convertendo-se em órgãos de reserva (JONES & MANN, 1963).
12
É uma planta de ciclo bienal, dividida em duas fases, sendo que a primeira
compreende a fase vegetativa (1º ano) e a segunda, a fase reprodutiva (2º ano), que
levará à produção de sementes.
A escolha de cultivares de cebola deve levar em conta as exigências de luz e as
condições de temperatura e luminosidade das regiões. As variedades denominadas de
dias curtos, que produzem com 10 a 12 horas de luz/dia, têm o ciclo precoce de 130 a
160 dias da semeadura à colheita; as de dias médios
(11 a 13 horas diárias de luz) têm o
ciclo de precocidade médio, de 161 a 200 dias; e as de dias longos (mais de 13 horas de
luz/dia) têm ciclo tardio, superior a 200 dias. Quando as condições climáticas não
satisfazem as exigências da cultivar, pode ocorrer a não formação de bulbos, a formação
de charutos, a emissão precoce de pendão floral e a formação de bulbos pequenos
(LISBÃO et al., 1993).
Nas cultivares de ciclo precoce, a maturação é evidenciada pela ocorrência do
estalo (tombamento da parte aérea). As folhas mais velhas começam a secar e as túnicas
externas dos bulbos adquirem a cor característica de sua variedade. Como nem todas as
plantas amadurecem ao mesmo tempo, a melhor época de colher é determinada quando
pouco mais da metade das plantas já se encontram estaladas. As cultivares tardias não
apresentam o estalo e a maturação é constatada pelo secamento da parte aérea. A
colheita deve ser feita quando a planta estiver ainda com 3 a 4 folhas verdes nas
extremidades (LISBÃO et al., 1993).
A cebola possui grande importância social, pois a cebolicultura nacional é uma
atividade praticada principalmente por pequenos produtores e sua importância
socioeconômica fundamenta-se não apenas em demandar grande quantidade de mão de
obra, contribuindo para a viabilização de pequenas propriedades, mas também em fixar
os pequenos produtores na zona rural, reduzindo a migração para as grandes cidades.
Os maiores países produtores de cebola são a China, Índia, EUA, Turquia,
Paquistão, Rússia, Irã e Japão. O Brasil produziu, em 2005, 1.098.790 toneladas, numa
área plantada de 56.891 hectares, com produtividade média de 19,31 t/ha
(AGRIANUAL, 2007). O estresse ambiental, a incidência de doenças e a utilização de
cultivares não adaptadas aos sistemas de cultivo são as causas que mais contribuem para
a baixa produtividade nacional. O consumo médio per capita anual de cebola no Brasil
13
é 6,5 kg, considerando-se consumo fresco e processado (CAMARGO FILHO &
ALVES, 2005a).
No Brasil, a produção de cebola concentra-se em três áreas bem definidas: Sul
(SC, RS e PR), com 53% da produção nacional, Sudeste (SP), com 24% da produção
nacional, e Nordeste (PE, BA), com 23 % da produção nacional. Em 2005, os estados
de Santa Catarina, São Paulo, Bahia e Rio Grande do Sul foram os maiores produtores
(AGRIANUAL, 2007). Nos estados de Pernambuco e Bahia, a produção está
principalmente localizada na região do submédio São Francisco, que atualmente é um
dos mais importantes polos de produção de cebola do Brasil, sendo uma das vantagens
desta região a possibilidade de ofertar o produto durante todos os meses do ano, devido
às condições climáticas favoráveis. Minas Gerais destaca-se por apresentar a mais alta
produtividade média observada no país, aproximadamente 41 t/ha, 54% superior à
média nacional.
Em relação aos quatro países integrantes do Mercosul, o Brasil possui o maior
mercado e também a maior produção de cebola. A Argentina e o Brasil são os principais
países produtores de cebola do Mercosul (CAMARGO FILHO & ALVES, 2005b).
Apesar da produtividade média da cebola brasileira ser mais baixa quando comparada à
da Argentina e com os custos de produção mais elevados, novas fronteiras de produção
estão surgindo em São Gotardo (MG), Cristalina (GO) e Chapada Diamantina (BA).
Nesses novos polos predominam lavouras de grande extensão, mecanizadas, operando
com elevado nível tecnológico. A produtividade média desses locais tem sido superior a
50 t/ha. Na região de Irecê (BA), a cultura da cebola vem evoluindo de forma
considerável nos últimos anos. Os produtores de Irecê vêm adotando tecnologia de
produção superior à da tradicional zona do submédio São Francisco (PE e BA).
2.4 Bulbificação e Florescimento de Cebola
Dentre as várias espécies cultivadas dentro do gênero Allium, da família
Alliaceae, a cebola é a mais importante do ponto de vista econômico e de consumo.
Apresenta como centro de origem primário a Ásia, incluindo o Paquistão e Afeganistão
e como centro de origem secundário, o Oriente Médio e a região do Mediterrâneo
(VAVILOV, 1963 e WENDELBO, 1971). Segundo ALAN et al. (2003), o processo
reprodutivo completo da cebola (semente a semente) é demorado, levando cerca de dois
anos e meio. Trata-se de uma espécie de dias longos com relação à formação dos bulbos
14
(JONES & MANN, 1963; BREWSTER, 1977), e as cultivares denominadas de dias
curtos não são, particularmente, plantas de dias curtos, simplesmente exigem menos
horas de luz (mínimo crítico) para bulbificação. Por outro lado, ainda que a duração do
dia seja o principal fator no processo de bulbificação, os seus efeitos podem ser
modificados pela temperatura (HOLDSWORTH & HEATH, 1950). A formação dos
bulbos é acelerada em altas temperaturas, e, em condições de temperaturas baixas, é
retardada. Temperaturas extremamente altas (acima de 32ºC), na fase inicial de
desenvolvimento das plantas, podem provocar a bulbificação prematura das plantas.
Temperaturas inferiores a 10ºC podem induzir o florescimento prematuro (JONES &
MANN, 1963). Na passagem da fase vegetativa para a reprodutiva em Allium cepa, a
temperatura é o fator de maior importância. No início do florescimento observa-se a
emissão do escapo floral no centro da planta de onde se insere o pseudocaule e, durante
esse processo, verifica-se uma acentuada produção de giberelinas antes da formação da
inflorescência, sugerindo uma associação com o frio (vernalização) (JONES & MANN,
1963 & RIEKELS, 1972). Os efeitos da temperatura, em bulbos armazenados, sobre
iniciação floral e subsequente emergência são complexos, pois a temperatura afeta mais
de um processo (BREWSTER, 1977). A temperatura mínima para desenvolvimento do
escapo floral dentro do bulbo é de 15ºC e a iniciação floral é favorecida em
temperaturas baixas, inferiores a 17ºC, sendo mais favorável entre 9 - 13ºC
(BREWSTER, 1977).
Com relação ao comprimento do dia, HOLDSWORTH & HEATH (1950),
concluíram que esse fator não afeta diretamente a iniciação floral, mas sob temperaturas
baixas, dias longos favorecem a subsequente emergência das flores e alongamento dos
escapos florais. Esta interação entre fotoperíodo e temperatura é tão importante que o
comprimento do dia mínimo para uma cultivar não deveria ser especificado sem
também se especificar a temperatura (JONES & MANN, 1963). Outro fator exógeno
que pode afetar a formação do bulbo é o macroelemento nitrogênio, cuja deficiência
pode apressar a formação do bulbo e reduzir o seu tamanho. Por outro lado, o excesso
pode acarretar o retardamento da bulbificação e, consequentemente, a maturação. A
necessidade de frio para induzir o florescimento é a principal dificuldade na produção
de sementes de cebola em muitos países tropicais. Consequentemente, a vernalização
artificial tem sido utilizada para induzir o florescimento em cebola. No Brasil, apenas os
15
estados de Santa Catarina e Rio Grande do Sul teriam condições de produção de
sementes sem a vernalização artificial dos bulbos-mãe (MULLER & CASALI, 1982).
Na extremidade de cada escapo floral se forma uma inflorescência esférica
simples tipo umbela, envolta por uma película que se rompe antes da abertura das flores.
A flor é hermafrodita e compreende três carpelos fundidos em seu pistilo, seis estames
(três internos e três externos), um estilete, três segmentos de periantos interiores e três
exteriores. O ovário é súpero e contém três lóculos, com dois rudimentos seminais em
cada um. Os nectários se localizam na base dos estames e o néctar é acumulado entre os
estames internos e externos. Quando a flor se abre, o pistilo tem um centímetro de
comprimento, mas não está receptivo para o pólen que é liberado. Adquire tal condição
quando atinge aproximadamente cinco centímetros de comprimento. As anteras emitem
quase todo o pólen durante um período de 9-17 horas, 26 a 36 horas antes que o estigma
esteja receptivo. Esta diferença entre a liberação do pólen maduro e a não receptividade
do estigma explica porque a cebola é uma planta de polinização tipicamente cruzada
(alógama). Tal fenômeno recebe o nome de protandria ou dicogamia protândrica. A
autopolinização é possível entre flores de uma mesma umbela ou de diferentes umbelas
de uma mesma planta, embora predomine a polinização cruzada. O pólen de planta
estranha se desenvolve mais rapidamente que aquele da própria planta, reforçando a
condição de alogamia. A polinização é realizada principalmente por abelhas, ainda que
seja frequente também a intervenção de moscas e vespas (MALUF, 1999).
2.5 Produção de Cultivares Híbridos e de Polinização Aberta
No segmento da produção, a preocupação com a competição externa colocou o
atendimento às exigências do mercado como o principal centro de atenção do
agronegócio da cebola. Neste aspecto, os produtores procuram por produto com maior
competitividade em qualidade, custos e preços, optando por cultivares que garantam
maior produtividade, apresentem maior grau de resistência às doenças e forneçam
produtos comerciais com alto padrão de qualidade e maior produtividade. Estas
preferências incluem cultivares de polinização aberta ou híbridos, que proporcionem
uma colheita uniforme, exatamente dentro da época programada (VILELA et al., 2002).
Adicionalmente, tais cultivares ou híbridos devem exibir padrão comercial similar ao do
produto importado, especialmente quanto à uniformidade no tamanho do bulbo, cor,
retenção de escamas e sabor. Ademais, percebe-se clara avidez por tecnologias para
produção de cultivares de cebola menos pungentes (tipos doces ou suaves), mais
16
adequadas para consumo fresco em saladas e tipos mais apropriados à industrialização
(flocos e pó) e, também, cultivares adequadas para cultivo em sistemas orgânicos, como
forma de agregar maior valor ao produto nacional (VILELA et al., 2002).
Os maiores países produtores de cebola utilizam híbridos F
1
na quase totalidade
de suas áreas de cultivo. No Brasil, mais de 70% das áreas ainda utilizam cultivares de
polinização aberta. Os poucos híbridos plantados no Brasil são importados e se adaptam
a uma área muito restrita do território. As cultivares importadas caracterizam-se pelos
bulbos globulares achatados, película amarela clara e fina, escamas espessas, conteúdo
baixo de matéria seca, sabor, odor e pungência mais suaves e pouca cerosidade na folha.
Possuem adaptação ampla quanto ao comprimento de dia, são bastante produtivas e
resistentes ao florescimento, mas muito suscetíveis a doenças foliares (MALUF, 1999).
O desenvolvimento de híbridos de cebola a partir de germoplasma nacional é
uma necessidade urgente para contribuir para a elevação da produtividade. A grande
limitação é que o germoplasma nacional é basicamente Baia Periforme e os híbridos são
predominantemente Baia x Baia, não tendo apresentado grandes vantagens sobre
material de polinização aberta.
O tempo para obtenção de híbridos de cebola é de 15 a 20 anos, devido a um
ciclo semente-semente da cultura levar dois anos. A semente é plantada e os bulbos são
selecionados, colhidos e armazenado no primeiro ano. No segundo ano, os bulbos são
vernalizados artificialmente em câmaras frigoríficas para florescimento no campo e
produção de sementes (JONES & MANN, 1963). Para reduzir os custos da semente
híbrida de cebola, a utilização de macho-esterilidade, genético-citoplasmática, é a mais
difundida entre as empresas produtoras de sementes, dentro e fora do país.
O longo ciclo, juntamente com a baixa variabilidade das linhas A (macho-
estéril-MS) e B (linha mantenedora), tem limitado a obtenção de híbridos no Brasil.
Utilizando-se a técnica da cultura de tecidos vegetais, especialmente a cultura in vitro de
óvulos ou ovários de cebola, é possível reduzir o tempo de obtenção de linhas “C”
homozigotas. O melhoramento de cebola resume-se muitas vezes na fixação de algumas
linhas A/B e na obtenção do maior número possível de linhas C (linha polinizadora)
para análise da capacidade específica de combinação.
17
2.6 Melhoramento Genético da Cebola e Macho-esterilidade Genético-
Citoplasmática
A cebola evoluiu a partir de genitores silvestres que ocorrem nas regiões
montanhosas da Ásia Central (BREWSTER, 1994). Foi levada para o norte da África
provavelmente logo após a domesticação, pois há evidências arqueológicas, relatos na
literatura e ilustrações de cultivo no Egito antigo, há aproximadamente 5 mil anos. A
partir dali, os romanos disseminaram a planta na Europa, onde se tornou muito popular
na Idade Média (VAUGHAN & GEISSLER, 1997). Foi introduzida nas Américas por
Cristóvão Colombo (SWAHN, 1997). O germoplasma de cebola difundido desta forma,
através das viagens e do comércio internacional, lentamente se tornou adaptado a cada
região para onde foi levado, originando variedades locais ou crioulas. Estas podem ser
definidas como populações que apresentam alta capacidade de tolerar estresses bióticos
e abióticos, resultando numa grande estabilidade de produção e num nível intermediário
de produtividade sob condições de baixa tecnologia agrícola (ZEVEN, 1998).
No Brasil, o marco inicial do melhoramento genético de cebola é atribuído aos
imigrantes açorianos que colonizaram as regiões de Rio Grande e Pelotas no século
XVIII (FONTOURA, 1994). As variedades introduzidas por esses colonizadores
estiveram expostas à ação da seleção natural e humana, constituindo populações
distintas, adaptadas às condições locais do ambiente. Tais fatores garantiram a formação
de um valioso banco de genes desta espécie no Sul do Brasil. Esse germoplasma vem
sendo utilizado em quase todos os programas de melhoramento de cebola no Brasil,
tanto de instituições públicas de pesquisa como da iniciativa privada (LISBÃO, 1993).
A cebola é diplóide (2n =2x = 16), com genoma nuclear de 16.415 Mbp/C,
aproximadamente igual ao trigo hexaplóide (ARUMUGANATHAN & EARLE, 1991).
É uma espécie preferencialmente alógama, que apresenta protandria, em que as
anteras das flores amadurecem antes que o estigma esteja receptivo, resultando em 75-
95% de polinização cruzada. Devido a isso, a cebola apresenta alta depressão por
endogamia. BREWSTER (1994) comparou linhas endogâmicas com autofecundação e
populações sem autofecundação e constatou que as linhas endogâmicas apresentaram
redução de 36% na produção, atraso em 12 dias na maturidade e aumento de 2 a 12% de
bulbos perfilhados. Após três gerações de autofecundação, a sobrevivência das plantas
caiu para 50%, e o baixo vigor resultou em queda de 30% na produção de sementes da
plantas sobreviventes.
18
O cruzamento de linhas divergentes pode resultar em híbridos superiores a
ambos os pais (heterose) (GARDNER & EBERHART, 1966). Em vários países, como
Estados Unidos, Japão e Holanda, a heterose em cebola tem sido explorada para
produção de híbridos, em detrimento de cultivares de polinização aberta (MELO et al.,
1988). Nos EUA, já no início da década de 70, a área cultivada com sementes híbridas
era de 50 a 70% (GABELMA, 1974). Para as empresas produtoras e comercializadoras
de sementes, os híbridos têm a vantagem de proteção por direito de propriedade,
chamada de biológica, pois as linhas parentais, praticamente homozigotas, são
exclusivas e, portanto, naturalmente asseguradas (MELO et al., 1988). A produção de
sementes híbridas é baseada na esterilidade genético-citoplasmática, reportada
primeiramente por JONES & EMSWELLER (1936), que é condicionada por um par de
genes recessivos nucleares (ms/ms) que interagem com um fator de esterilidade (S)
encontrado no citoplasma (JONES & CLARKE, 1942).
Uma sequência de etapas sobre a utilização de macho-esterilidade (ME) no
processo de obtenção de híbridos, segundo MELO et al. (1988), é transcrita a seguir e
ligeiramente modificada nesta dissertação:
Devem ser desenvolvidas duas linhas isogênicas, inclusive para o gene nuclear
recessivo (ms) expressando a macho-esterilidade, portanto msms. Elas devem diferir
apenas quanto ao fator citoplasmático S que condiciona ME. A primeira é designada
como linha A ou macho-estéril (Smsms) e a outra linhagem deve conter o gene N
citoplasmático, que restaura a fertilidade masculina como se fosse epistático ao alelo
nuclear ms e é designada de linha B, ou mantenedora (Nmsms) (Cícero Beserra de
Menezes/SAKATA, comunicação pessoal).
A produção em escala comercial de híbridos de cebola envolve ainda uma
terceira linha denominada de linha C, ou parental polinizador. A linha C deve apresentar
uma alta capacidade específica de combinação com a linha A (ME), para resultar em
híbrido F
1
com características superiores. Salienta-se que a linha mantenedora de
genótipo Nmsms é a única capaz de produzir 100% de descendência macho-estéril ao
polinizar as plantas macho-estéreis. O reconhecimento da planta macho-estéril se dá por
alterações da coloração de anteras (amarelo-pálida) com filetes menores do que os
normais e ausência ou reduzida quantidade de pólen (JONES & CLARK, 1943).
Segundo PIKE (1986) e MELO et al. (1988), a obtenção de híbridos F
1
de
cebola, competitivos no mercado, pelo método convencional, é um trabalho de
melhoramento a longo prazo e oneroso, principalmente no início do programa, quando
19
da identificação das plantas ME (linha A) nas populações de polinização aberta (PA) de
cebola e das linhas mantenedoras (B). Além disso, há necessidade de obtenção de
híbridos e avaliação em “test-crosses” ou em dialelos parciais. Por isso, o
desenvolvimento de protocolo eficiente de micropropagação in vitro de plantas de
cebola macho-estéreis por meio da inoculação de gemas fasciadas de disco de caule na
base dos bulbos é interessante, pois dispensaria o uso de linhas mantenedoras
(RODRIGUES, 1994).
2.7 Obtenção de Linhas Duplo-Haplóides
A cultura in vitro de ovários ou óvulos não-polinizados tem sido utilizada com
o objetivo de encurtar os ciclos de melhoramento, criar variabilidade e desenvolver
novas variedades. A indução de plantas haplóides ou duplo-haplóides a partir da cultura
de anteras (androgênese) ou óvulos (ginogênese) oferece ao melhoramento
convencional a possibilidade de obter linhas puras, derivadas de grãos de pólen ou
óvulos oriundos de plantas da geração F
1
ou F
2
.
Em síntese, a obtenção de plantas duplo-haplóides pelo processo de ginogênese
in vitro consiste na regeneração de plantas a partir de óvulos imaturos, direta ou
indiretamente (via calos), e posterior duplicação cromossômica, gerando linhas
homozigotas.
A obtenção de haplóides pelo processo in vitro é fortemente influenciada pelo
background do material genético utilizado. A Universidade de CORNELL iniciou um
projeto de obtenção de linhas duplo-haplóides em cebola no ano de 1999. Os
pesquisadores desenvolveram um protocolo efetivo de produção e duplicação de plantas
haplóides. A avaliação de plantas duplo-haplóides obtidas mostrou grande diferença em
vigor de planta, viabilidade de pólen e produção de sementes (Cícero Beserra de
Menezes/SAKATA, comunicação pessoal).
O Brasil é, atualmente, muito carente em novas cultivares de cebola disponíveis
aos produtores. Em Santa Catarina são cultivadas as variedades Bola Precoce e Crioula.
No Rio Grande do Sul são cultivadas as variedades tardias (Pera Norte) e Baias
Precoces. A região Nordeste cultiva cebolas precoces IPA 10, IPA 11, Texas Grano
502, Alfa Tropical e Alfa São Francisco. Híbridos têm sido testados na região de Irecê,
onde existem alguns produtores mais tecnificados. Nos estados de São Paulo e Minas
Gerais são plantados os híbridos Superex, Optima, Perfecta, Mercedes e Gobi. Novos
20
híbridos têm sido testados periodicamente nesta última região, mas a suscetibilidade a
doenças tem limitado a adaptação de muitos dos materiais testados.
No Brasil são poucos os programas de melhoramento de cebola. Programas
públicos podem ser encontrados na ESALQ/USP, EPAGRI, EMBRAPA e IPA. Esses
programas visam à obtenção de variedades PA (polinização aberta), através de
melhoramento populacional ou seleção recorrente. A empresa privada SAKATA Seed
Sudamerica Ltda vem realizando melhoramento genético no Brasil. O seu programa de
melhoramento de cebola utiliza em grande parte germoplasma nacional, já amplamente
adaptado. Em 2006 foram lançados dois híbridos (Bella Dura e Bella Vista), os quais
podem ser considerados os primeiros híbridos criados e desenvolvidos no Brasil.
2.8 Cultura in vitro de Gametófitos Femininos e/ou Masculinos Para a Produção de
Haplóides
GUHA & MAHESHWARI (1964, 1966) realizaram os primeiros estudos para
produção de plantas haplóides a partir de anteras, utilizando a planta Datura. Segundo
MUKHAMBETZHANOV (1997), a cultura de anteras já foi empregada para a obtenção
de calos, embrióides e plantas em mais de 247 espécies, 88 gêneros e 34 famílias.
Entretanto, pesquisa no desenvolvimento das técnicas in vitro de cultivo de anteras tem
sido confinada a algumas espécies, que incluem fumo, cevada, trigo, triticale, arroz,
milho, colza e couve (PETERS et al., 1999).
No caso da cultura de anteras, o estágio dos micrósporos na formação de plantas
haplóides, a composição do meio de cultura e as condições de cultivo são os fatores que
mais influenciam o processo.
Os gametófitos femininos podem ser uma fonte alternativa para obtenção de
plantas haplóides em espécies não responsivas à cultura de anteras (PAVLOVA, 1987;
CAMPION & ALLONI, 1990; CHOOB et al., 1994). No entanto, a ginogênese in vitro
tem sido menos estudada que a androgênese. Adicionalmente, a cultura de óvulos não
fertilizados é uma técnica interessante, pois se constitue na única possibilidade de
obtenção de haplóides em plantas macho-estéreis (MUKHAMBETZHANOV, 1997).
Uma das desvantagens da cultura de óvulos é a limitação de sacos embrionários,
que é de apenas um por óvulo, enquanto nas anteras podem ocorrer ao redor de mil a
dois mil grãos de pólen. A resposta in vitro da cultura de óvulos ou ovário é,
21
usualmente, menor que 15% e, normalmente, menos eficiente que a cultura de anteras
quando essa tecnologia encontra-se desenvolvida (PETERS et al., 1999).
Além disso, como o saco embrionário é cercado por tecido somático (nucelo e
integumentos), sempre há a possibilidade de indução morfogênica não apenas do
gametófito feminino (MUKHAMBETZHANOV, 1997).
A recuperação de plantas haplóides, a partir de cultura de ovários, é difícil e
existem muitos transtornos e tentativas fracassadas. Durante o cultivo, os ovários e
óvulos, na maioria das vezes, apenas aumentam seu tamanho pela proliferação celular
do tecido somático em volta do gametófito feminino, mas o saco embrionário não
mostra atividade morfogênica. A produção de haplóides a partir de ovários e óvulos não
fertilizados é praticada desde a década de 50 (MUKHARMBETZHANOV, 1997).
SAN NOEUM (1976) obteve a primeira planta haplóide a partir de óvulos não
fertilizados da cultura de Hordeum vulgare.
Demonstrou-se que a produção de haplóides é o resultado do desenvolvimento
anormal do gametófito feminino e subsequente embriogênese direta ou formação de
calos (embriogênese indireta). A planta haplóide tem somente metade de seu patrimônio
genético, sendo, portanto, estéril. A duplicação de seu número cromossômico de
maneira espontânea, ou induzida pela aplicação de colchicina ou outras drogas, recupera
a condição diplóide e restaura a fertilidade. Esta planta, chamada duplo-haplóide, será
totalmente homozigota, uma vez que cada cromossomo terá a sua cópia exata
(MORAES-FERNANDES, 1990).
Há muito se sabe que vários fatores são limitantes no desenvolvimento de
plantas haplóides na cultura de óvulos: genótipo, estágio de desenvolvimento do
gametófito feminino, composição do meio de cultura e condições de cultura (FERRIE et
al. 1995). Para obtenção de plantas haplóides, a partir de cultura de óvulos não
fertilizados, é necessária atenção ao genótipo. Este problema de resposta a um genótipo
específico restringe o campo do uso da produção de haplóides.
(MUKHAMBETZHANOV, 1997).
O grau de desenvolvimento do saco embrionário é indiretamente definido pelo
estágio de desenvolvimento do grão de pólen, ou com a ajuda de preparação histológica
do óvulo. Na cultura de Zea mays, induziram-se calos a partir de ovários isolados 5 dias
antes da antese até o desenvolvimento do estágio penicular. Isso demonstra que, ao
contrário da cultura com gametófitos masculinos, em que o estágio unicelular é o ótimo,
os gametófitos femininos podem se desenvolver a partir de um estágio de
22
desenvolvimento variado. Mas, em geral, o último estágio de desenvolvimento do saco
embrionário é o tempo ótimo para a maioria das espécies. (MUKHAMBETZHANOV,
1997).
Em relação aos meios de cultivo, o açúcar está incluído em todos os meios de
cultura de óvulos não fertilizados. E a adição de reguladores de crescimento ao meio
basal também é necessária (MUKHAMBETZHANOV, 1997).
Outro fator que influencia a indução de haplóides por ginogênese in vitro é a
idade das plantas doadoras, e as condições ambientais em que elas cresceram (GIBSON,
1988; HONKANEN et al., 1992).
Segundo SEIGNER (1992), dois padrões de ginogênese foram observados na
cultura de óvulos a partir de sacos embrionários: a) embriogênese seguida da formação
da planta (embriogênese direta) e b) embriogênese seguida da formação de calo e
posteriormente formação de planta (embriogênese indireta).
Embriogênese direta a partir do saco embrionário é o processo mais desejável,
porque as plantas provindas de calos podem ser albinas ou demonstrar diferentes níveis
de ploidia.
MARTINEZ et al. (2000) e JAKŠE et al. (1996) afirmam que diferentes técnicas
de obtenção de plantas haplóides têm sido utilizadas, sendo a ginogênese por meio da
inoculação em meio nutritivo de ovários ou óvulos – ao invés de anteras na androgênese
– a mais indicada para cebola, embora a taxa de obtenção de plantas haplóides possa ser
considerada baixa (em média 20%).
2.9 Ginogênese In Vitro em Cebola
Segundo KAHANE et al. (1992), a planta de cebola tem reduzida capacidade
natural de multiplicação vegetativa, mas pertence a uma família em que vários tecidos
podem ser utilizados in vitro para expressar alto potencial de regeneração somática.
Segundo GEOFFRIAU, et al. (1997b), a técnica de obtenção de plantas haplóides e
duplo-haplóides é de grande importância no melhoramento genético da cebola,
tornando-se uma poderosa ferramenta para estabelecimento mais rápido de plantas
homozigotas como parentais na obtenção de híbridos. O primeiro estudo a tentar
cultivar óvulos não fertilizados de cebola foi o de GUHA & JOHRI (1966), mas falhou
em produzir plantas. Em cebola, estudos mostraram que a cultura de óvulos
(ginogênese) é mais efetiva quando comparada à androgênese (BRANTS, et al. 2001;
MICHALIK, et al., 2000).
23
CAMPION et al. (1984) falharam na tentativa de induzir androgênese, porque
em seu estudo, as anteras degeneraram depois de 8 a 10 dias, e ao contrário, os ovários e
óvulos aumentaram quando cultivados no mesmo meio de androgênese. A partir daí,
novos experimentos de ginogênese in vitro se iniciaram em cebola. O primeiro
protocolo descrito para produção de cebolas haplóides através de cultura de botões
florais via ginogênese que obteve sucesso foi o de MUREN (1989) com 70% de plantas
haplóides.
Depois disso, várias adaptações deste protocolo foram feitas utilizando-se botões
florais (SMITH et al., 1991; BOHANEC, 1999; GEOFFRIAU et al., 2006), ovários
(KELLER, 1990; JAKŠE et al., 1996) e óvulos (CAMPION et al., 1992). Devido ao
fato dos autores considerarem a cultura de óvulos muito trabalhosa e com pouca
resposta ginogênica, a cultura de botões florais foi considerada como a mais prática,
principalmente quando se trabalha com um grande número de acessos (CAMPION et
al., 1992; BOHANEC et al., 1995; GEOFFRIAU et al., 1997b).
BOHANEC & JAKŠE (1999) observaram calos basais nos botões cultivados em
meio de ginogênesse B-5 suplementado com 100 g.L
-1
de sacarose; 2 mg.L
-1
de 2,4-D e
2 mg.L
-1
de 6-BA após um mês de cultura, o que nunca havia sido notado até então em
cultura de botões florais de cebola, e sugeriram que neste caso, possivelmente o órgão
que estimulou esta formação foi o nectário, que normalmente é removido nas culturas
de ovários. Depois disso, ALAN et al. (2003) também observaram calos basais em
cultura de botões florais de cebola.
O ideal seria o desenvolvimento de um protocolo de cultura de ovários no qual a
frequência de indução de haplóides fosse elevada e independente do genótipo
(BOHANEC et al., 1995). Como a taxa de regeneração é baixa, os experimentos devem
ser grandes (JAKŠE et al., 1996).
BOHANEC et al. (1995) também observaram que o método de marcadores
isoenzimáticos permite usar alelos fáceis de distinguir e que as bandas não sobrepõem
com aquelas de outros loci. Recomendam o uso de isoenzimas para determinação de
plantas de cebola homozigotas e heterozigotas regeneradas in vitro via ginogênese, pois
utilizando este método observaram que 59% das plantas regeneradas eram homozigotas.
Afirmam ainda que alto grau de homogenidade e estabilidade genética são
supostamente os maiores atributos das linhas duplo-haplóides. CAMPION et al. (1995)
24
também afirmam que alta estabilidade genética é característica na maioria das linhas
duplo-haplóides produzidas.
Nos estudos de GEOFFRIAU et al. (1997b) observou-se maior taxa de
regeneração via ginogênese de botões florais de cebola provenientes de linhas
autofecundadas, o que pode estar relacionado à eliminação de genes deletérios durante a
autofecundação. Segundo esses autores, populações de polinização aberta podem ainda
possuir tais genes em diferentes frequências, o que pode dificultar a produção de
embriões ginogênicos em cebola nessas populações. Ao contrário JAKŠE et al. (2003),
sugerem que o fato de muitos embriões não conseguirem desenvolver plantas pode ser
devido à alta depressão por endogamia presente em cebola.
Na tabela 1 pode-se ver um resumo da evolução dos estudos com ginogênese in
vitro de cebola.
25
Tabela 1 – Evolução dos estudos no processo de ginogênese in vitro de cebola ao longo
dos anos.
Referência Cultivares Órgão
% de
plantas
regeneradas
% de
haplóides
% de
diplóides
% de duplo-
haplóides
homozigotos
KELLER
(1990)
9 variedades
Óvulos
Ovários
Bs. florais
0,11
0,08
0,04
- - -
CAMPION &
ALLONI
(1990)
43 genótipos
Óvulos 0,05 43 - -
CAMPION et
al. (1992)
4 cultivares Óvulos 1,35 88 - -
BOHANEC et
al. (1995)
4 cultivares
Óvulos
Ovários
0,81
0,02
61 39 59
JAKŠE et al.
(1996)
4 cultivares Ovários 1,37 64 20 91
GEOFFRIAU
et al. (1997b)
22 genótipos Bs. florais 1,3 80 13 -
BOHANEC &
JAKŠE (1999)
39 acessos Bs. florais 5 90 10 88
MICHALIK et
al. (2000)
30 genótipos Bs. florais 0,98 - - -
MARTINEZ
et al. (2000)
2 cultivares Bs. florais 1,6 52 - -
ALAN et al.
(2003)
9 cultivares Bs. florais 0,86 71 23 -
ALAN et al.
(2004)
14 cultivares Bs. florais 4,6 82 15 -
GEOFFRIAU
et al. (2006)
5 cultivares Bs. florais 12,4 - - -
Bs. = Botões.
2.10 Fatores que Influenciam a Ginogênese In Vitro em Cebola
Um dos fatores que influenciam a ginogênese é o meio básico e o efeito de
combinações de fitorreguladores utilizados. Várias destas combinações já foram
testadas: GA
3
(KELLER, 1990; CAMPION & ALLONI, 1990); NAA, IAA, TIBA, 2,4-
26
D, 2ip, 6-BA (CAMPION & ALLONI, 1990; CAMPION et al., 1992; BOHANEC et
al., 1995);
Thidiazuron (BOHANEC et al., 1995) PAA (JAKŠE et al., 1996). Porém, o
meio inicial B-5 (GAMBORG, 1985), com algumas modificações (2 mg.L
-1
de 2,4-D e
6-BA e 100 g.L
-1
sacarose), é o mais utilizado.
Apesar de todos estes estudos, a taxa de regeneração via ginogênese em cebola
continuava baixa e muito dependente do genótipo. BOHANEC et al. (1995) testaram
ovários e óvulos dentre quatro cultivares, obtendo 1,1 a 7,6% de plantas regeneradas
para ovários e 0,1 a 0,6% para óvulos; GEOFFRIAU et al. (1997b) estudaram 22
genótipos e obtiveram de zero a 11,1% de plantas regeneradas e MICHALIK et al.
(2000), estudaram 30 genótipos; destes, 21 regeneraram de 0,2 a 10%.
MARTINEZ et al. (2000) começaram a testar o uso das poliaminas (PA)
Putrescina e Espermidina na indução de ginogênese e demonstraram um efeito positivo
no aumento do número de embriões ginogênicos em cultura de botões florais de cebola.
Poliaminas são, segundo esses autores, reguladores de crescimento naturais, envolvidos
em todos os processos de crescimento e desenvolvimento das plantas. Um aumento na
biossíntese endógena de PA demonstrou preceder ou acompanhar a calogênese
(PONCHET et al., 1982), organogênese (ARIBAUD et al., 1994) e embriogênese
somática (LIU et al., 1997) em várias plantas. GEOFFRIAU et al. (2006), com base nos
bons resultados de MARTINEZ et al. (2000), testaram os efeitos das PAs Tyramina,
Espermidina e Espermina e observaram que todas as PAs testadas tiveram efeito
positivo na taxa de indução de embriogênese, sendo a espermidina e espermina, as que
tiveram melhores resultados. Além disso, a espermina, em todas as concentrações
testadas, aumentou a taxa de regeneração.
Outro fator que influencia a taxa de ginogênese in vitro é o tempo de germinação
in vitro dos embriões, que varia de 46 dias (JAKŠE et al., 1996) até 174 dias
(BOHANEC & JAKŠE, 1999) com máximo de germinação variando de 60-90 dias
(JAKŠE et al., 1996; MARTINEZ et al., 2000); 100 dias (GEOFFRIAU et al., 1997b;
MICHALIK et al., 2000) e 90-120 (ALAN et al., 2004). GEOFFRIAU et al. (1997b)
afirmam que o tempo de germinação, em seu estudo, variou apenas de acordo com o
ano. Mas nenhum outro autor cita a provável causa desta variação, que parece estar
ligada principalmente ao genótipo.
Um fator não muito discutido e há pouco tempo estudado que também tem
demonstrado influência na indução de ginogênese in vitro é a temperatura de estocagem
27
das umbelas antes da cultura in vitro. Em beterraba o pré-tratamento de frio em plantas
estocadas promoveu a frequência de regeneração na cultura de óvulos
(SVIRSHCHEVSKAYA & BROMOTOV, 1994). Com base nisto, PUDDEPHAT et al.
(1999) pré-trataram umbelas de cebola estocadas com diferentes temperaturas e
demonstraram que houve influência na ginogênese, com um aumento de 10 vezes na
embriogênese de botões florais de plantas estocadas mantidas a 15°C, comparadas com
10°C ou 25°C. Outro estudo que demonstrou a influência da estocagem na ginogênese
de cebola foi o de ALAN et al. (2004), que estocaram botões florais por três semanas a
10°C e afirmaram que ainda assim estes botões retiveram sua capacidade de ginogênese.
Segundo os autores, a possibilidade de estocar botões florais em ambiente de
temperatura controlada e de eles manterem sua capacidade ginogênica são importantes
vantagens em casos de dificuldade em acessar a planta doadora e de trabalho limitado.
O fator mais discutido e que parece mais afetar a taxa de ginogênese é o
genótipo da planta doadora e sua condição de crescimento. CAMPION et al. (1992) já
haviam observado este fator, citado por quase todos os autores, que afirmam que o
efeito de variedades e genótipos das plantas doadoras é considerado predominante na
resposta ginogênica. (BOHANEC et al., 1995; GEOFFRIAU et al., 1997b; BOHANEC
& JAKŠE, 1999; MICHALIK et al., 2000). Segundo JAKŠE et al. (1996), a influência
do genótipo é maior que a composição do meio de cultura na taxa de indução de
embriões. Segundo os mesmos autores, a cultivar com maior capacidade embriogênica
também deve possuir maior número de regenerantes homozigotos.
GUHA & JOHRI (1966) estabeleceram que as flores deveriam ser coletadas
quando a maioria dos micrósporos estivesse preste a dividir (1ª mitose) ou no primeiro
estágio binuclear. Este estágio corresponderia ao máximo de alongamento e aumento da
flor antes da antese, e é neste estágio, segundo os mesmos autores, que os óvulos
contêm o saco embrionário maduro. MUREN (1989) demonstrou que ovários 3 a 5 dias
antes da antese eram os mais responsivos.
Inicialmente foram testados tamanhos de botões considerando botões pequenos
(2,8-3,0 mm), médios (3,5-3,8 mm) e grandes (4,3-4,5 mm), se observou que os botões
médios e grandes responderam com melhor taxa embriogênica. Estudos citológicos da
microsporogênese do grão de pólen mostraram que as anteras dos botões pequenos
encontravam-se em tétrades de micrósporos; nos médios, os micrósporos eram os mais
abundantes; e nos grandes, foram encontrados micrósporo e grão de pólen binucleados.
28
O estádio de desenvolvimento do saco embrionário é o segundo fator mais importante
no sucesso da cultura de gametófitos femininos. Quanto mais desenvolvidos, maior a
probabilidade da indução de ginogênese. Em cebola, o saco embrionário está
completamente maduro quando a maioria dos micrósporos está no estágio uni ou
binucleado, correspondendo a flores num estágio um pouco anterior à antese
(MICHALIK et al., 2000). Para KLUIN & KORZONEK (1999), isto corresponde ao
comprimento do botão floral entre 3,4 a 4,5 mm. No estudo de MICHALIK et al.
(2000), a maior taxa embriogênica também foi observada com os botões de tamanho
entre 3,5 a 4,5 mm, provavelmente quando o saco embrionário estava maduro.
Estudos utilizando tamanho de botões pequenos (2-2 mm), médios (3-4,5 mm) e
grandes (5-6 mm) mostraram que 30% dos pequenos e 20% dos médios e grandes
vitrificaram ao acaso; que houve maior frequência de formação de calos basais em
botões pequenos do que em médios e grandes (25% versus 10%) e que os botões
pequenos foram menos ginogênicos que os médios (ALAN et al., 2003).
Avaliando-se novamente tamanhos de botões pequenos (2-2,5 mm), médios (3-
4,5 mm) e grandes (≥ 4,5 mm), observou-se que os botões florais pequenos tiveram
pouca resposta ginogênica, os botões grandes tiveram resposta melhor que os pequenos,
mas pior que os médios, e os médios tiveram a melhor resposta ginogênica (ALAN et
al., 2004).
O desenvolvimento ginogênico começa apenas depois que o saco embrionário
está maduro e organizado. Dividindo os botões em pequenos (2,3-3 mm), médios (3,1-
3,7 mm) e grandes (3,8-4,4 mm), observaram que os botões pequenos se desenvolvem
melhor in vitro que os médios e grandes. Através de cortes histológicos, observaram que
aos 12 dias apenas sacos embrionários maduros estavam presentes em todos os óvulos
examinados. O primeiro embrião ginogênico foi observado depois de 14 dias de cultura,
isto é, quando somente sacos embrionários maduros estavam presentes nos óvulos. O
período crucial para indução de ginogênese em cebola está entre a segunda e a terceira
semana de cultura in vitro. Os autores não chegaram a uma conclusão sobre qual estágio
foi o melhor para ginogênese. No caso da permanência in vitro dos óvulos, a oosfera
dentro de alguns desses sacos embrionários pode desenvolver-se em embriões
ginogênicos, aumentando a porcentagem de haplóides, pois plantas ginogênicas são
geralmente derivadas de oosferas, porém isso não descarta a possibilidade da formação
de embriões somáticos. O desenvolvimento do endosperma não parece ser essencial
29
para o crescimento dos embriões ginogênicos e embrião e endosperma foram
observados juntos no mesmo óvulo (MUSIAL et al., 2005).
Por sua vez, GEOFFRIAU et al. (2006), analisando PAs endócrinas na
ginogênese in vitro de cebola, mostraram um possível estágio crítico 8-12 dias após a
inoculação, quando foram identificados os picos de
Putrescina, Espermidina e total de
PAs, indicando que a embriogênese já estava induzida e sugerindo que a embriogênese
já ocorre oito dias após a inoculação, num processo que normalmente necessita de 70-80
dias para se observar a planta desenvolvida do embrião sair do ovário.
2.11 Ploidia de Plantas Ginogênicas de Cebola
A ploidia no processo in vitro de ginogênese em cebola pode variar de haplóide
(n) para poliplóide (2n, 3n, 4n e 2n+n). Além disso, a ocorrência de duplicação
espontânea (2n) acaba por ajudar ou facilitar esta técnica, já que este processo é mais
vantajoso do que a duplicação utilizando drogas, por não comprometer a taxa de
regeneração e por serem as plantas resultantes mais estáveis.
CAMPION & ALLONI (1990) foram os primeiros a observar duplicação
espontânea (53%), que foi atribuída na época à baixa estabilidade das plantas haplóides.
Foi observada ocorrência de células haplóides e diplóides na mesma raiz
(mixoplóides), sugerindo novamente a instabilidade dos haplóides (CAMPION et al.,
1992).
As duplicações espontâneas têm a vantagem de não usar drogas – que podem ser
tóxicas e nem tão eficientes – para a duplicação cromossômica (BOHANCE et al.,
1995).
Não está claro quando (ou se) os mixoplóides (2n + n) irão tornar-se
completamente 2n, o que é da maior importância para a fertilidade das plantas duplo-
haplóides. A presença de triplóides homozigotos é evidência de que fusão nuclear pode
ocorrer no processo ginogênico in vitro (JAKŠE et al., 1996).
Nunca foi encontrada relação entre qualquer variável testada e a ploidia nas
plantas ginogênicas. E as plantas regeneradas duplo-haplóides espontâneas são mais
estáveis que haplóides duplicados (GEOFFRIAU et al., 1997b).
GEOFFRIAU et al. (1997a) trataram plantas haplóides de cebola com
Colchicina e Orizalin para obtenção de linhas superiores de duplo-haplóides. Tanto
plantas tratadas com Colchicina quanto com Orizalin produziram mixoplóides e
30
afetaram o processo de regeneração, mas os autores consideraram as duas substâncias
como eficientes, sendo que utilizando orizalin consideraram a qualidade das plantas
melhor, isto é, sem alterações genéticas, redução de mixoplóides e mutações.
Observaram ainda que plantas mixoplóides se tornam haplóides após uma multiplicação
e que não parecem evoluir para 2n.
O fato de em algumas plantas haplóides parte da inflorescência produzir
sementes pode ser atribuído a estruturas genéticas mixoplóides, nas quais as células 2n
prevaleciam (BOHANEC & JAKŠE, 1999).
JAKŠE et al. (2003) testaram Orizalin e Amiprofos-Methyl (APM) em
diferentes concentrações para duplicação cromossômica, já que, segundo os autores, o
tratamento antimitótico de embriões ginogênicos isolados pode ser um método eficiente
para obtenção de duplicação cromossômica em cebola. Estes autores consideraram o
APM como mais eficiente para duplicação cromossômica devido à baixa toxicidade e
alta capacidade de duplicação, com base na taxa de sobrevivência e eficiência de
duplicação cromossômica. Aconselham, também, medir a ploidia em casa de vegetação,
pois é mais provável que a ploidia já esteja estabelecida.
Plantas de cebola com níveis de ploidia diferentes de haplóides devem resultar
de duplicação espontânea em um estágio inicial da primeira divisão celular do óvulo
e/ou desenvolvimento embriogênico, mas a possibilidade do desenvolvimento ser de um
óvulo não reduzido ou do tecido somático (2n) não pode ser descartada. Não foi
possível distinguir plantas ginogênicas com diferentes níveis de ploidia pelo seu vigor e
característica bulbar, pois todas as plantas apresentavam grande tamanho e vigor de
bulbo (ALAN et al., 2003).
ALAN et al. (2004) conseguiram 15% de plantas ginogênicas duplo-haplóides
espontâneas e 82% de haplóides, que foram utilizadas para duplicação cromossômica
testando APM e colchicina. Consideraram que o melhor tratamento foi com colchicina,
que obteve maior taxa de sobrevivência e maior taxa de frequência de duplicação.
Observaram ainda que o nível de ploidia pode afetar a fecundidade das plantas adultas,
e que sementes deste estudo foram viáveis e puderam ser usadas para estabelecer linhas
duplo-haplóides. Também não foi observada redução de vigor nestas linhas.
Em vários casos, o sucesso da indução de haplóides depende principalmente do
genótipo e composição do meio, podendo alterar a taxa de regeneração. Na técnica de
cultura de tecidos, um valor baixo de regeneração pode comprometer o sucesso da
experimentação.
31
2.12 Micropropagação e Bulbificação em Cebola
Segundo os resultados obtidos por RODRIGUES (1994), uma das aplicações
mais concretas da técnica de cultura de tecidos é a propagação vegetativa
(micropropagação). Sua primeira aplicação foi através da cultura de ápices caulinares
em orquídeas.
Em 1970, SMITH & MURASHIGE desenvolveram plantas de cebola a partir de
meristemas apicais inoculados em meio contendo sais minerais, vitaminas e
fitorreguladores. A atividade comercial da micropropagação concentra-se,
principalmente, na limpeza clonal e multiplicação de espécies ornamentais.
Em cebola, estudos com micropropagação, principalmente proliferação de
brotos, tiveram início em 1970. Os melhores resultados foram obtidos utilizando-se
como explante o tecido basal, sem formação de calos. Obteve-se alta estabilidade
genética e desenvolvimento normal do sistema radicular, o que possibilitou o
transplante desses materiais com sucesso.
Os principais componentes dos meios de cultura são os fitorreguladores,
importantes para o crescimento, alongamento ou multiplicação da parte aérea, porém
em elevadas concentrações podem ser fitotóxicos. Normalmente são usados em
concentrações entre 1,0 a 5,0 mg.L
-1
. Dentre os fitorreguladores, as citocininas são
fundamentais, pois induzem brotações in vitro. Vários trabalhos em cebola citam o 6-
BA (6-benzylaminopurina) como mais eficiente para proliferação de parte aérea. As
auxinas são usadas em concentrações mais baixas e normalmente anulam o efeito que as
citocininas têm sobre o alongamento dos caules, sendo a mais comum em cebola o
NAA (Ácido Naftaleno-acético).
Estudos de KAHANE et al. (1992) mostraram que na falta de citocininas não
ocorreu regeneração a partir de parte basal de cebola e a presença de auxina pode não
ser essencial para a regeneração. Tanto 6-BA quanto Kinetina induziram regeneração de
brotos. De acordo com os mesmos autores, a partir da parte basal de um bulbo cultivado
in vitro em MS suplementado com NAA e 6-BA ou KINETINA é possível obter mais
de 250 plantas, porém quanto mais brotos houver por explante, menores eles serão. Os
autores observaram também que não foram produzidos brotos de explantes que não
continham uma parte do domo apical (células meristemáticas indiferenciadas),
relacionado com a diferenciação celular no tecido.
HUSSEY (1976) sugeriu que a estimulação da produção de gemas axilares
ocorre com a ruptura da dominância apical pela adição de fitorreguladores como as
32
citocininas. KAHANE et al. (1992) dizem confirmar que a citocinina é a mais
determinante na regeneração de brotos axilares em cebola.
O desenvolvimento de um protocolo eficiente de micropropagação de cebola é
interessante como técnica complementar à indução de duplo-haplóides in vitro, pois
permitirá a multiplicação em escala destas plantas obtidas (CAMPION et al., 1995;
GEOFFIAU et al., 1997a). Neste contexto, ressalta-se o interesse em se estudar o efeito
das combinações de citocinina e auxina na multiplicação in vitro de cebola a partir de
segmentos basais.
Segundo RODRIGUES (1994), para viabilizar o processo de micropropagação a
partir de explantes secundários (plantas obtidas de meristemas), a indução de
bulbificação in vitro é necessária não somente para facilitar a transferência de materiais
para condições ex vitro, como também para o intercâmbio de germoplasma.
A indução
de bulbificação in vitro tem sido amplamente descrita com sucesso, principalmente para
o gênero Allium sp., em especial para o alho.
O aumento da concentração de sacarose nos meios de cultura de tecidos in vitro
aumenta o estresse hídrico através do aumento do potencial osmótico do meio,
induzindo a bulbificação (RACCA, 1989). Apesar da cebola ser uma cultura propagada
via semente, a obtenção de bulbinhos in vitro pode ser uma maneira de manter a
uniformidade genética de materiais melhorados, principalmente linhas macho-estéreis
(ANDREW, 1951).
De acordo com BARKER & MILLS (1980), a concentração de nitrogênio pode
influenciar o crescimento e desenvolvimento de muitas espécies de plantas. Altas
concentrações podem ser tóxicas e prejudicar o desenvolvimento das plantas; já
concentrações moderadas podem aumentar o desenvolvimento das plantas em estádios
específicos.
Em cebola é necessário um nível ótimo de nitrogênio para maximizar a produção
e a performance da cultura. No entanto, a adição deste macronutriente em excesso, no
final do ciclo da cultura, pode limitar a produção, levando à formação de bulbos
maiores, com presença de charutos, e aumentar as perdas durante a armazenagem.
33
3 MATERIAL E MÉTODOS
Todos os experimentos foram realizados no Laboratório de Cultura de Tecidos
Vegetais do Centro de P&D de Recursos Genéticos Vegetais do Instituto Agronômico
de Campinas - IAC/APTA.
3.1 Micropropagação e Bulbificação de Alho
3.1.1 Material vegetal
O material vegetal utilizado em todos os experimentos foi o clone IAC 19 obtido
por cultura in vitro de ápice caulinar da cultivar Lavínia (I-1632) (SIQUEIRA, 1996).
Este clone pertence ao grupo dos alhos seminobres com 12 a 20 dentes por bulbo
(Portaria n
o
264 de 25 de abril de 1989 do Ministério da Agricultura) e se destacou pela
maior produtividade e estabilidade de produção (SIQUEIRA, 1996). Os explantes
utilizados consistiram de ápices meristemáticos caulinares de 0,3 – 0,5 mm retirados de
dentes da referida cultivar.
3.1.2 Assepsia do material (dentes)
Os dentes para todos os experimentos foram desinfetados da seguinte forma:
Primeiramente, os dentes de alho foram descascados, lavados com água e
detergente, na pia. Na câmara de fluxo laminar de ar estéril asséptica, os dentes foram
cobertos com solução de hipoclorito de sódio comercial e foram deixados por 15
minutos, agitando-se de vez em quando. Depois, os dentes foram enxaguados com
solução de água + gotas de ácido clorídrico (pH ± 3,0) e em seguida com água destilada,
ambas autoclavadas. Os dentes esterilizados foram deixados “overnight” no interior de
um frasco fechado, umedecido, como em uma câmara úmida.
No dia seguinte, os dentes foram desinfetados mais uma vez em hipoclorito de
sódio (mesma concentração), por dez ou 15 minutos (conforme o estado dos dentes).
Em seguida foram enxaguados com solução de água + gotas de ácido clorídrico (pH ±
3,0) e depois com água destilada, ambas autoclavadas. Depois foram desinfetados em
3% de hipoclorito de cálcio (3g em 100 ml) por dez a 15 minutos, agitando-se de vez
em quando. Foram enxaguados posteriormente duas vezes, como já descrito. E
novamente foram deixados “overnight”.
34
No terceiro dia, toda a operação do dia anterior foi repetida, mudando-se apenas
a concentração de hipoclorito de cálcio para 2%.
3.1.3 Isolamento e cultivo dos explantes meristemáticos
Após a descontaminação, os dentes foram inoculados em frascos (40 ml)
contendo solução de Hoagland autoclavada (HOAGLAND & ARNON, 1938), para
brotarem e enraizarem sob regime de iluminação artificial em fotoperíodo de 16 horas
de luz e 8 horas de escuro 27/24°C (dia/noite), numa intensidade de 30 µmol.m
-2
.s
-2
.
Após o surgimento das raízes e brotamento das folhas, foram retirados os ápices
meristemáticos caulinares.
Todos os ápices excisados para todos os experimentos de alho permaneceram
inicialmente em meio ½ MS por uma semana no escuro, em pré-cultivo, e depois mais
uma semana sob regime de iluminação artificial em fotoperíodo de 16 horas de luz e 8
horas de escuro 27/24°C (dia/noite) numa intensidade de 30 µmol.m
-2
.s
-2
. Em seguida,
os ápices viáveis (não oxidados e sem contaminação aparente) foram transferidos para
os tratamentos com diferentes meios de cultura, mantendo-se as condições de
iluminação citadas anteriormente. Adotou-se o meio de cultura de MS (MURASHIGE
& SKOOG, 1962) como básico (ver Anexo 2).
3.1.4 Efeito de diferentes concentrações de 6-BA e de elevada dose de sacarose na
micropropagação e bulbificação do alho
Visando testar a capacidade de crescimento de plantas a partir de ápices
caulinares de alho, utilizou-se uma variação de concentração da citocinina 6-
benzylaminopurina (6-BA), com base no trabalho de ILLG (1990). Empregaram-se as
seguintes concentrações de 6-BA: 0,0; 5,0; 10,0; 20,0 e 40,0 µM. O delineamento foi
inteiramente casualizado, com 5 tratamentos. Cada tratamento teve dez repetições,
sendo um ápice por frasco (40 ml), uma repetição.
Após o crescimento das plantas (aproximadamente 30 dias), estas foram
avaliadas quanto ao comprimento (cm) e quanto à massa fresca de folha (g). As plantas
foram então transferidas para um novo meio de cultura, visando à indução de
bulbificação in vitro. Este meio constou do MS completo sem fitorreguladores,
suplementado de 60,0 g.L
-1
de sacarose, as plantas ficaram neste meio por 30 dias. Após
uma semana de cura à temperatura ambiente foram medidas (g) as massas secas dos
bulbos obtidos.
35
3.1.5 Efeito da interação entre 6-BA e KIN na micropropagação de alho
Para o estudo da capacidade de crescimento de plantas a partir de ápices
caulinares de alho, testaram-se também as interações entre fitorreguladores e
concentrações empregadas, realizando-se experimento com o emprego de duas
citocininas. Portanto, como variação de fitorreguladores, optou-se pela combinação, em
fatorial (5x5) ou dialélica, de diferentes concentrações das citocininas 6-
benzylaminopurina (6-BA) e cinetina N6-furfuryladenina (KIN), visando ao
crescimento dos ápices caulinares. As combinações em dialelo ou fatorial foram de (6-
BA: 0,0; 15,0; 20,0; 25,0; 30,0 µM) x (KIN: 0,0; 5,0; 10,0; 15,0; 20,0 µM) totalizando
25 meios de cultura ou tratamentos. O experimento foi conduzido no delineamento
estatístico inteiramente casualizado em fatorial (5x5) com 12 repetições por tratamento,
sendo que cada frasco (40 ml) continha um ápice, uma repetição, totalizando 300 ápices.
Aos 30 dias de cultura no meio de crescimento, as plantas foram avaliadas quanto ao
comprimento (cm).
3.1.6 Efeito de diferentes níveis de sacarose na bulbificação in vitro de alho
As plantas obtidas no experimento anterior foram transferidas para cinco novos
meios de cultura (5 tratamentos) visando à indução de bulbificação in vitro. Os meios de
cultura utilizados no experimento foram o MS completo com 30,0; 40,0; 50,0; 60,0 e
70,0 g.L
-1
de sacarose. Procurou-se distribuir de maneira equitativa as plantas obtidas
em cada tratamento do dialélico descrito anteriormente (entre 18 e 30 repetições por
tratamento) para os novos meios, com diferentes níveis de sacarose, sendo cada frasco
com uma planta, uma repetição. Após 90 dias, avaliou-se: a razão bulbar obtida por
meio da divisão do diâmetro do pseudocaule pelo diâmetro maior do bulbinho; a massa
seca e fresca (g); a perda de água (%) dos bulbinhos; a quantidade de plantas que
formaram bulbinhos (%); a quantidade de bulbinhos chochos (%) após a cura (secagem
à temperatura ambiente) de 40 dias.
3.1.7 Efeito de diferentes níveis de sacarose e nitrogênio total na bulbificação in
vitro
Este experimento objetivou verificar o efeito da concentração dos sais,
vitaminas e inositol do meio MS, assim como níveis de sacarose e nitrogênio total
(amoniacal e nítrica) no controle do chochamento dos bulbos causado pela perda de
água devido à contínua emissão de brotos e não dormência após a bulbificação in vitro.
36
Para tanto, inocularam-se 200 ápices meristemáticos caulinares em meio MS
(força total) suplementado com 30 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 5µM de 6-BA.
As plantas obtidas foram distribuídas nos 10 tratamentos (descritos abaixo a-j).
Cada tratamento foi constituído de 18 plantas, sendo cada frasco com uma planta
transferida uma repetição, no delineamento inteiramente casualizado com 10
tratamentos, totalizando aproximadamente 180 plantas. As condições de ambiente de
cultura foram as mesmas adotadas anteriormente. Após o crescimento das plantas
(aproximadamente 30 dias), estas foram transferidas para os seguintes meios para
bulbificação:
a) 60 g.L
-1
de sacarose + MS
b) 60 g.L
-1
de sacarose + ½ MS (inclusive ½ de vitaminas e ½ inositol)
c) 60 g.L
-1
de sacarose + MS (sem nitrogênio)
d) 60 g.L
-1
de sacarose + ½ MS (sem nitrogênio)
e) 30 g.L
-1
de sacarose + MS
f) 30 g.L
-1
de sacarose + ½ MS (inclusive ½ de vitaminas e ½ inositol)
g) 30 g.L
-1
de sacarose + MS (sem nitrogênio)
h) 30 g.L
-1
de sacarose + ½ MS (sem nitrogênio)
i) 60 g.L
-1
de sacarose + agar-água
j) 30 g.L
-1
de sacarose + agar-água
Após cerca de 60 dias no meio de bulbificação, avaliaram-se as seguintes
características:
a) Escala de notas de folhas/intensidade de necrose e senescência das folhas. Notas de 1
a 4 de acordo com a intensidade de necrose ou senescência das folhas - folhas
completamente secas (nota 1), somente a base da planta ainda verde (nota 2), planta
somente com a ponta das folhas secas (nota 3) e completamente verdes (nota 4);
b) Massa (g) da parte aérea;
c) Massa (g) de bulbos secos (após a cura de 35 dias em condições ambiente).
3.1.8 Análises estatísticas
As análises de variância dos experimentos e os contrastes de médias foram feitos
no Programa SANEST (MACHADO & ZONTA, 1995). Utilizou-se o teste de Tukey a
5% de probabilidade para comparações entre as médias. Para variáveis contínuas
(concentrações) fez-se também a regressão polinomial para obtenção de equações
esperadas, de acordo com a tendência de distribuição dos dados médios originais de
37
cada tratamento ou concentração empregada. Para os dados médios originais obtidos
foram feitos histogramas para melhor visualização dos resultados. A equação adotada de
melhor ajuste aos dados médios obtidos em cada característica foi aquela de maior valor
do coeficiente de determinação R
2
, em porcentagem. Posteriormente, nas equações
quadráticas, estimaram-se as concentrações que resultariam em pontos de máximo valor
da característica avaliada somente nos casos onde R
2
ficou acima de 50,0%.
3.2 Ginogênese In Vitro de Cebola
3.2.1 Material vegetal
Todo o material vegetal utilizado nos experimentos de ginogênese in vitro de
cebola foi gentilmente fornecido pela empresa SAKATA SEED SUDAMERICA
LTDA (fornecidos através de escapo floral com umbelas imaturas). Trata-se de material
de interesse ao programa de melhoramento genético da empresa, cujas características
individuais estão descritas na tabela 1 no anexo 1.
Para os experimentos de cultura de botões florais foram utilizados os seguintes
materiais: 1842; 2519; 2592; AF2500; AF2592; AF1824; AF2753; AF2125; AF2479;
2477; 2684; 2565; 2752; 2510; 2135; 2770; 1494 e 2140.
Para os experimentos de cultura de óvulos utilizou-se: AF2592; 1824; 2783;
2892-15; 2546; 2831-1; 2675; 2840; 2856 e 2831-4.
3.2.2 Cultura de botões florais
3.2.2.1 Influência do genótipo, estádio de desenvolvimento dos botões florais e
meios de indução MI1 e MI2 na regeneração in vitro
Como material vegetal para este experimento, utilizaram-se três genótipos:
1842 (umbelas fechadas e abertas); 2519 (umbelas fechadas e abertas) e 2592 (umbelas
fechadas e abertas).
Umbelas nos estádios “abertas” e “fechadas” foram separadas para utilização
neste experimento coletadas ao acaso nas parcelas no Centro Experimental da Empresa.
As umbelas foram consideradas nestes estádios quando todos os botões estavam
fechados (umbelas fechadas) e quando pelo menos cinco dos botões estavam abertos
(abertas). Não houve individualização por genótipo quanto ao estádio de
desenvolvimento das umbelas. Mediante isso, os botões de umbelas de diferentes
estádios (umbelas abertas e fechadas) foram casualizadas nas placas de Petri ou
repetições.
38
As umbelas selecionadas foram excisadas do escapo floral e passaram pelo
seguinte processo de assepsia: as umbelas foram submersas em hipoclorito de cálcio,
testando-se as concentrações 1% (1g/100ml), 2% (2g/100ml) e 3% (3g/100ml) por 15
minutos, e posteriormente enxaguadas com solução de água estéril (1 litro) + 5 gotas de
ácido clorídrico (1N) e depois com água destilada também estéril.
Os botões florais, já assépticos, foram separados em grandes (0,018 g e/ou
≥
5mm) e médios (0,014 g e/ou ≥ 4 mm) e inoculados no seguinte meio de indução (MI1):
seguindo protocolo de GEOFFRIAU et al. (1997b) B-5 (ver Anexo 2) modificado com
2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose. Após 46 dias
no meio de indução MI1, os explantes foram transferidos para meios frescos com a
seguinte composição:
MI1 - B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, suplementado com
de 75 g.L
-1
de sacarose e
MI2 - B-5 sem fitorreguladores, suplementado com 30 g.L
-1
de sacarose.
Foram inoculados 20 botões imaturos por placa de Petri, sendo cada placa uma
repetição. O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado numa
disposição fatorial 3x2x2 (3 genótipos; 2 tamanhos de botões e 2 meios de indução),
inoculando-se um total de 320 botões para o genótipo 1842, 140 botões para o genótipo
2519 e 240 botões para o genótipo 2592. Inoculou-se um total de 700 botões florais, dos
três genótipos citados acima. As quantidades ou repetições para cada genótipo foram
diferentes dentro de cada fator de variação, conforme a disponibilidade dos estádios de
umbelas e de botões no momento da realização do experimento. Os botões florais
permaneceram sob regime de iluminação artificial em fotoperíodo de 16 horas de luz
numa intensidade de 30 µmol.m
-2
.s
-2
e 8 horas de escuro 27/24°C (dia/noite).
Decorridos 90 dias, avaliaram-se os seguintes parâmetros:
a) rendimento de calo = número de botões florais com formação de calos pelo
número de ovários inoculados (viáveis) x 100;
b) crescimento de calos (escala comparativa de notas de acordo com o estádio
no momento da avaliação) = média ponderada das notas;
c) rendimento de embriogênese = número de calos com regeneração de plantas
pelo número total de ovários inoculados x 100;
d) rendimento de plantas = número de plantas regeneradas pelo número de
calos obtidos.
39
Efetuou-se análise estatística da variância com testes de médias por meio de
Duncan a 5% de probabilidade e gráficos de histogramas para as características
avaliadas.
3.2.2.2 Efeito de genótipo, tamanho de botões florais, meios de indução e tempo de
exposição no meio de indução na regeneração in vitro
Assim que chegaram ao laboratório, foram armazenadas em geladeira (4º - 8°
Celsius), para manutenção da capacidade ginogênica, umbelas fechadas e abertas, como
especificado anteriormente, de 15 genótipos: AF2500 (umbelas fechadas e abertas);
AF2592 (umbelas fechadas e abertas); AF1824 (somente umbelas abertas); AF2753
(umbelas fechadas e abertas); AF2125 (somente umbelas abertas); AF2479 (somente
umbelas abertas); 2477 (somente umbelas fechadas); 2684 (somente umbelas fechadas);
2565 (somente umbelas abertas); 2752 (somente umbelas abertas); 2510 (umbelas
fechadas e abertas); 2135 (somente umbelas fechadas); 2770 (somente umbelas
fechadas); 1494 (somente umbelas fechadas) e 2140 (somente umbelas fechadas).
A assepsia das umbelas imaturas seguiu o protocolo adotado no experimento
anterior, utilizando a concentração de hipoclorito de cálcio a 3% .
Os botões florais de cada umbela já asséptica foram divididos em pequenos
(0,012 g e/ou
≥ 3 mm), médios (0,014 g e/ou ≥ 4 mm) e grandes (0,018 g e/ou ≥ 5 mm),
como fator qualitativo de estádio de desenvolvimento floral.
A seguir, os botões foram retirados das umbelas no interior da câmara de fluxo
laminar e inoculados em meio sólido de pré-cultura: ½ MS, ou seja, MS com metade da
concentração de sais inorgânicos, suplementado com 30 g.L
-1
de sacarose.
As placas de Petri contendo os explantes foram mantidas sob luz por 16 horas
numa intensidade de 30 µmol.m
-2
.s
-2
e no escuro por 8 horas a 27/24°C (dia/noite).
Após sete dias, os botões florais viáveis e sadios (sem contaminação aparente) dos 15
genótipos foram transferidos para o seguinte meio de indução para divisão celular: MI1
B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, suplementado com 75 g.L
-1
de
sacarose e ainda os genótipos 2753; 2752; 2592 também foram inoculados no meio
MI3, que se constituiu no mesmo meio de indução MI1, porém suplementado com 500
mg.L
-1
de espermina.
40
Foram inoculados 20 botões imaturos de cada estádio por placa de Petri, sendo
cada placa uma repetição, num total de 15 placas e 300 botões por tratamento, para cada
genótipo.
Sete, catorze e vinte e um dias após a inoculação nos meios de indução (MI1 e
MI3), foram feitas repicagens em série para meios de cultura (MI2) B-5 sem
fitorreguladores e com 30 g.L
-1
de sacarose (perfazendo os diferentes tempos em meio
de indução) em todos os tratamentos. Além disso, houve mais um tratamento que
permaneceu continuamente em MI1 e MI3 (contínuo). Como controle foi adotado o
método utilizado no experimento anterior, que foi o de 45 dias em meio de indução
(MI1 ou MI3), seguido para meio de cultura (MI2) sem fitorregulador e suplementado
com 30 g.L
-1
sacarose.
O delineamento foi inteiramente casualizado numa disposição fatorial 15x3x5
(15 genótipos, três tamanhos de botões, cinco dias de exposição no meio).
Após 90 dias, avaliou-se o desenvolvimento dos calos (escala de notas),
frequências de calos, regeneração e vitrificação dos botões florais.
Para avaliar o desenvolvimento de calos nos botões florais dos genótipos utilizou-se
uma escala de notas crescentes, da seguinte maneira:
Nota 1 - sem formação aparente de calos; Nota 2 - início de crescimento; Nota 3 -
formação de calos de tamanho próximo ao do botão floral e Nota 4 - predominância de
calos em relação ao explante.
Para a presença de hiper-hidricidade (vitrificação), chegou-se à taxa ou freqüência,
em porcentagem, da seguinte forma:
TAXA DE VITRIFICAÇÃO/PLACA: Nº DE BOTÕES VITRIFICADOS x 100
20 (TOTAL POR PLACA)
Todas as plantas regeneradas foram transferidas para frascos contendo 40ml de
meio MS (ver Anexo), para enraizamento e posterior contagem cromossômica, e foram
feitas repicagens, em série, a cada 28 dias para o mesmo meio.
3.2.3 Análise cromossômica
O número cromossômico foi determinado através do preparo de lâminas sob
microscópio óptico OLYMPUS e ZEISS de contraste de fase, utilizando-se células do
meristema radicular das plantas regeneradas a partir de botões florais durante a fase de
propagação in vitro. Inicialmente, testaram-se diferentes bloqueadores de divisão e
41
corantes em diferentes tempos e chegou-se ao seguinte protocolo: para bloquear o ciclo
de divisão celular na fase da metáfase foi utilizado, como pré-tratamento, o antimitótico
8 HQ (8-hidroxiquinoleína 0,002 M), onde as raízes ficaram imersas por quatro horas e
meia, a temperatura ambiente. O material foi fixado em Carnoy 3:1 (3 partes de álcool
etílico P.A. para 1 parte de Ácido Acético Glacial) onde as raízes das plantas
regeneradas ficaram por no mínimo 30 minutos. Para que as substâncias corantes
permeassem os cromossomos, os tecidos foram hidrolisados, facilitando o esmagamento
e a remoção das paredes das células na lâmina. Para isso, o material foi lavado com
água destilada e hidrolisado na enzima pectinase 20% a 37°C por 30 minutos. Após a
digestão enzimática, as raízes tiveram os meristemas (coifa) colocados em ácido acético
45% e foram mantidos em geladeira. O esmagamento do material foi feito pingando-se
uma gota de acido acético 45% sem corante. A coloração foi feita depois com o corante
Giemsa 2% por 5 minutos.
3.2.4 Análise com isoenzimas
Para diferenciação das plantas duplo-haplóides (homozigotas) e diplóides
(heterozigotas) foram feitas análises isoenzimáticas baseadas nos protocolos de
BOHANEC et al. (1995); SAWAZAKI (1995) e HOU et al. (2001).
Inicialmente, testaram-se diferentes géis, tampões de eletroforese e 11 sistemas
enzimáticos até se obter o seguinte protocolo eficiente: as folhas ou bulbos foram
manuseados em condição de temperatura ao redor de 4°C, de modo a evitar a
degradação das enzimas e manter a atividade das enzimas oxidativas e hidrolíticas
baixa. Um grama de tecido (folha ou bulbo) de cada amostra foi macerado em almofariz
em nitrogênio líquido com 1,5 ml de tampão de extração gelado [50mM de tris-HCl pH
7,5; 5% glicerol, 14nM
β- mercaptoetanol (0,1% v/v); 0,1% triton X-100]. Para
homogeneização, essa solução foi colocada em ependorfes numerados e pareados de
acordo com a quantidade de solução, para que fossem centrifugados a 10.000 rpm por
10 minutos a 4°C. Em seguida, 40 µl foram retirados do sobrenadante e colocados nos
poços do gel (ver Anexo 1). Acrescentou-se tampão Glicina (Tampão do eletrodo
Glicina 3x concentrado sem SDS [tris – 9g e glicina 43,2g]), diluído na proporção de
uma parte em 2 de água, utilizando-se o aparelho eletroforético vertical mini da BioRad
(Protean II) em 2 géis com 2 mm de espessura. A corrida eletroforética foi feita a 10°C
por 1h sob corrente de 100mA.
42
Os sistemas de reação enzimática para coloração das bandas foram realizados de
acordo com SAWAZAKI (1995) e WENDEL & WEEDEN (1989) (ver Anexo 1) e
foram utilizados os sistemas que nos testes preliminares forneceram bons padrões de
bandas: EST, GOT, G
6
PDH e MDH. Os géis foram incubados por 15 minutos a
temperatura ambiente ou até as bandas aparecerem. Então foram lavados com água
corrente e fixados (para 100 ml: 50 ml álcool metílico; 10 ml ácido acético e 40 ml
água) por 15 minutos e lavados novamente em água corrente e deixados mais 15
minutos em Glicerol (para 100 ml: 50 ml glicina e 50 ml água).
Quando para pelo menos um sistema a planta analisada apresentou dois alelos
por lócus, esta foi considerada heterozigota e foi descartada. Se para todos os sistemas
testados a planta apresenta-se apenas uma banda por lócus, esta seria considerada
homozigota ou duplo-haplóide espontânea.
3.2.5 Cultura de óvulos
Novamente, assim que chegaram ao laboratório, foram armazenadas em
geladeira (4º - 8° Celsius) para manterem a capacidade de ginogênese, umbelas
fechadas e abertas, como especificado anteriormente, de 10 genótipos: 2592 (umbelas
fechadas e abertas); 2892-15 (somente umbelas abertas); 2753 (umbelas fechadas e
abertas); 2546 (umbelas fechadas e abertas); 2675 (somente umbelas fechadas); 1824
(umbelas fechadas e abertas); 2831-1 (somente umbelas abertas); 2840 (umbelas abertas
e fechadas); 2831-4 (umbelas abertas e fechadas); 2856 (umbelas fechadas e abertas).
Umbelas excisadas do escapo floral foram desinfetadas em hipoclorito de cálcio
a 3% por 20 minutos, e enxaguadas com solução de água estéril (1 litro) + 5 gotas de
ácido clorídrico (1N) e depois com água destilada também estéril por 10 minutos.
Como a quantidade de umbelas abertas e fechadas não foi igual (ao acaso), foi
feita uma mistura dos dois tipos, que foram casualizados para a retirada dos botões, que
já assépticos, foram separados em grandes (0,018 g e/ou ≥ 5 mm), médios (0,014 g e/ou
≥ 4 mm) e pequenos (0,012 g e/ou ≥ 3 mm).
Os óvulos foram retirados dos botões com auxílio de lupa. Foram inoculados
seis óvulos (quantidade de óvulos por botão floral) por placa como teste, depois se
aumentou esse número para 30 por placas, adotando-se para todos os demais
experimentos 48 óvulos por placa (óvulos de oito botões florais) quando se notou a
baixa taxa de contaminação.
Após isolamento, os óvulos foram inoculados nos seguintes meios:
43
A) B-5 modificado com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75
g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado;
B) idem ao meio A sem carvão ativado;
C) idem ao meio A, com 5g.L
-1
de carvão ativado e sem ágar (meio líquido);
D) idem ao meio A, mas sem carvão ativado e sem ágar (meio líquido);
E) idem ao A, com 5 g.L
-1
de carvão ativado ao invés de 2 g.L
-1
;
F) B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de
sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro de vitaminas (10ml de tiamina HCl, 1ml de
piridoxina HCl e 1ml de ácido nicotínico);
G) idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado;
H) idem ao F, contendo 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
;
I) idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado e 100 g.L
-1
de sacarose ao
invés de 75 g.L
-1
.
As placas de Petri com 25 ml de meio contendo os óvulos foram mantidas em
sala de crescimento sob luz por 16 horas numa intensidade de 30 µmol.m
-2
.s
-2
e no
escuro por 8 horas a 27/24°C (dia/noite) ou somente no escuro sob a mesma
temperatura.
Foram inoculados então 48 óvulos por placa, sendo cada placa uma repetição.
Para todos os genótipos foram testados os três tamanhos de botão (pequenos, médios e
grandes). Cada genótipo seguiu um tratamento diferente (presença e ausência total de
luz; meios de a-i).
Os óvulos ficaram nesse mesmo meio até produzirem embrião ou calo (entre 30
e 120 dias), quando foram transferidos para frascos contendo 40 ml de meio MS (ver
Anexo 1) e foram feitas repicagens em série a cada 28 dias para o mesmo meio.
A avaliação de todos os experimentos foi feita aos 60 e 90 dias, pois, segundo a
literatura, é quando se obtém maior taxa de embriogênese (JAKŠE et al., 1996;
MARTINEZ et al., 2000). Porém, devido à baixa ocorrência de calos e regeneração aos
60 dias, foram consideradas apenas as avaliações feitas aos 90 dias.
Para a avaliação foram dadas notas para crescimento de óvulos (de 1 a 4) sendo:
Nota 1) ausência de crescimento; Nota 2) início de crescimento até 1/3; Nota 3) entre
1/3 e 2/3 e Nota 4) dobro de crescimento.
Também foi adotada uma escala de cor (branca, creme e marrom) baseada no
trabalho de KELLER (1990), sendo branco o óvulo que não teve alteração de cor; creme
44
o óvulo com ½ de escurecimento e marrom totalmente escurecido com aparência de
oxidação. Avaliou-se ainda a presença ou não de calos e embriões.
As análises de variância dos experimentos e os contrastes de médias foram feitos
no Programa SANEST (MACHADO & ZONTA, 1991). Utilizou-se o teste de Tukey a
5% de probabilidade para comparações entre as médias. Para os dados médios originais
obtidos foram feitos histogramas para melhor visualização dos resultados.
3.3 Micropropagação e Bulbificação In Vitro de Cebola
3.3.1 Micropropagação in vitro
Para os experimentos de micropropagação a partir de discos basais e posterior
bulbificação in vitro das plantas obtidas, foram utilizados os seguintes materiais de
bulbos: 1824; 2696; 2698; 2778; 2882 e de bulbinhos: 2948; 2483; 2954; 2690; 2917.
A assepsia foi baseada no protocolo de RODRIGUES (1994), com algumas
modificações, como pode ser visto a seguir:
1. Secção a aproximadamente 20 mm de altura da base;
2. Imersão em solução de detergente comercial (20 gotas.L
-1
) por 30
minutos;
3. Corte das túnicas nas laterais da superfície pré-cortada, eliminado os
tecidos de reserva e corte das raízes;
4. Imersão em fungicida Chlorotalonyl (6 ml.L
-1
) por 2 horas (essa etapa
sofreu modificações ao longo dos experimentos);
5. Na câmara de fluxo laminar horizontal, os discos basais foram imersos
em solução de hipoclorito de cálcio 2% (2 g em 100 ml) por 30 minutos
(essa etapa também sofreu modificações ao longo dos experimentos);
6. Enxágue em duas vezes com solução de água estéril (1 litro) + 5 gotas de
ácido clorídrico (1N) e,
7. Enxague (uma vez) com água destilada também estéril.
Como essa desinfecção não mostrou ser eficiente (taxa de contaminação acima
de 50,0%), são descritas a seguir as outras 8 desinfecções testadas.
1) Desinfecção com 2% de hipoclorito de cálcio por 30 minutos e 2 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
) para o genótipo 1824 (bulbo).
2) Desinfecção com 2% de hipoclorito de cálcio por 30 minutos e 3 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
), para os genótipos 2882 (bulbo) e 2696 (bulbo).
45
3) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 30 minutos e 3 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
), para os genótipos 2882; 1824; 2696; 2698 e 2778
(bulbos).
4) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 30 minutos e 4 horas no
fungicida Chlorotalonil 6 ml.L
-1
, para os genótipos 2698 e 2778 (bulbos).
5) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 45 minutos e 4 horas no
fungicida Chlorotalonil 6 ml.L
-1
, para o genótipo 2690 (bulbinho).
6) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 45 minutos e 4 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
) e Oxicloreto de Cobre (2,5 g.L
-1
), para o genótipo
2483 (bulbinho).
7) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 45 minutos e 4 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
), Oxicloreto de Cobre (2,5 g.L
-1
) e antibiótico
Rifampicina (300 ml.L
-1
) para o genótipo 2954 (bulbinho).
8) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 45 minutos e 4 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
) e Oxicloreto de Cobre (2,5 g.L
-1
). Observação: meios
MSg, MSh, MSi acrescidos de 0,075 mg.L
-1
de Chlorotalonil (uso de massa ao invés de
volume) e 250 ml.L
-1
de antibiótico Rifampicina (300 ml.L
-1
), para os genótipos 2917 e
2948 (bulbinhos).
Após o tratamento de assepsia dos discos basais, estes foram cortados em
segmentos (explantes), retirando-se os tecidos danificados devido à solução
desinfetante. O tamanho final do explante viável ficou aproximadamente de 0,5 cm
3
(explante A). Um outro tamanho de explante também foi obtido com o seccionamento
longitudinal do segmento A em quatro partes iguais (explante B) (Figura 1). Os
explantes foram inoculados em placas de Petri com 30 ml de meio, inoculando-se um
explante A por placa ou as quatro partes do explante B por placa. Todos os explantes (A
e B) ficaram sob luz por 16 horas numa intensidade de 30 µmol.m
-2
.s
-2
e no escuro por 8
horas a 27/24°C (dia/noite).
46
Figura 1 – Esquema dos diferentes tipos de explantes obtidos de discos basais de
bulbos (A, B) e bulbinhos (C) de cebola.
Foram inoculados de 1 a 2 explantes (explante A) e de 4 a 8 explantes (explante
B), para cada meio de cultura (MS1, MS2, MS3) de acordo com a quantidade disponível
para cada um dos 5 genótipo dos bulbos, sendo um tipo de explante (A ou B) por placa,
uma repetição.
Para micropropagação utilizou-se o meio MS (ver Anexo 1), modificado pela
adição da metade da concentração das vitaminas e suplementado com três diferentes
concentrações de 6-BA em combinação com uma concentração da auxina NAA.
Totalizando três meios diferentes (MS1, MS2, MS3) como pode ser visto a seguir:
1. MS1=1,0 mg.L
-1
de 6-BA e 1,0 mg.L
-1
de NAA;
2. MS2=2,0 mg.L
-1
de 6-BA e 1,0 mg.L
-1
de NAA;
3. MS3=4,0 mg.L
-1
de 6-BA e 1,0 mg.L
-1
de NAA.
O explante utilizado foi o (C) (Figura 1) para os bulbinhos, devido ao reduzido
tamanho (0,125cm
3
), sendo inoculados no meio MS com metade das vitaminas e com as
seguintes composições de fitorreguladores:
a) MSa - 1,0 mg.L
-1
de 6-BA e 1,0 mg.L
-1
de NAA;
b) MSb - 2,0 mg.L
-1
de 6-BA e 1,0 mg.L
-1
de NAA;
c) MSc - 4,0 mg.L
-1
de 6-BA e 1,0 mg.L
-1
de NAA;
d) MSd - 1,0 mg.L
-1
de 6-BA e 0,5 mg.L
-1
de NAA;
e) MSe - 2,0 mg.L
-1
de 6-BA e 0,5 mg.L
-1
de NAA;
0,5cm
3
0,125cm
3
47
f) MSf - 4,0 mg.L
-1
de 6-BA e 0,5 mg.L
-1
de NAA;
g) MSd - 1,0 mg.L
-1
de 6-BA e 0,5 mg.L
-1
de NAA acrescidos de 0,075 mg.L
-1
de Chlorotalonil e 250 ml.L
-1
de antibiótico Rifampicina (300 ml.L
-1
);
h) MSe - 2,0 mg.L
-1
de 6-BA e 0,5 mg.L
-1
de NAA acrescidos de 0,075 mg.L
-1
de Chlorotalonil e 250 ml.L
-1
de antibiótico Rifampicina (300 ml.L
-1
);
i) MSf - 4,0 mg.L
-1
de 6-BA e 0,5 mg.L
-1
de NAA acrescidos de 0,075 mg.L
-1
de Chlorotalonil e 250 ml.L
-1
de antibiótico Rifampicina (300 ml.L
-1
).
Para os 5 genótipos de bulbinhos, foram inoculados de 4 a 5 explantes (C), para
cada um dos 9 meios de cultura (Mas, MSb, MSc, MSd, MSf, MSg, MSh, MSi) de
acordo com a disponibilidade de cada genótipo, sendo um explante (C) por placa, uma
repetição.
Após 60 dias nos meios de micropropagação (MS1, MS2, MS3, MS4, MSa, MSb,
MSc, MSd, MSf, MSg, MSh, MSi) foram feitas avaliações para observar a taxa (%) de
contaminação.
3.3.2 Bulbificação in vitro
As plantas regeneradas, para todos os 10 genótipos de cebola testados (5 bulbos
e 5 bulbinhos), que não contaminaram foram transferidas após 65 dias para frascos com
40 ml de meio de cultura para indução de bulbificação, com base no trabalho de
RODRIGUES, 1994, com as seguintes composições:
A. CONTROLE – MS (30 g.L
-1
de sacarose)
B. MS– 60 g.L
-1
de sacarose
C. MS – 90 g.L
-1
de sacarose
D. MS – 120 g.L
-1
de sacarose
Após 30 dias nos meios de bulbificação (MS: A, B, C, D) foram feitas avaliações
para observar a taxa (%) de bulbificação.
48
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Micropropagação e Bulbificação de Alho
4.1.1 Efeito de diferentes concentrações de 6-BA e de elevada dose de sacarose na
micropropagação e bulbificação do alho
Os resultados de crescimento de planta a partir da cultura in vitro de ápice
caulinar do clone IAC 19 (Lavínia I-1632), em doses crescentes de 6-BA, e de
bulbificação após transferência das plantas para meio de cultura com 60 g.L
-1
de
sacarose encontram-se na tabela 2.
Tabela 2 - Médias das características avaliadas em cinco meios de cultura, variando a
concentração (doses em µM) do fitorregulador 6-BA, com posterior transferência para
sacarose (60 g.L
-1
).
Meios:
6-BA
Nº
Rep.
Comp.
Planta
(1)
Tukey
5%
Nº
Rep.
Massa
Folha
(2)
Tukey
5%
Nº
Rep.
Massa
Bulbo
(3)
Tukey
5%
0,0 10 4.52 a
(4)
10 0.08 a 7 0.06 a
5,0 10 15.98 b 10 1.21 b 12 1.09 b
10,0 10 13.68 b 10 0.84 b 13 0.69 ab
20,0 10 14.88 b 10 0.99 b 4 0.90 ab
40,0 10 14.41 b 10 0.92 b 3 0.50 ab
Nº = número; Rep = repetição e Comp = comprimento (cm).
(1)
Coeficiente de Variação experimental -
CV(%) = 18.3;
(2)
CV(%) = 17.9;
(3)
CV(%) = 15.2.
(4)
Médias seguidas por letras distintas diferem entre
si ao nível de 5% de significância pelo teste de Tukey.
Embora não diferindo entre si, todas as doses do fitorregulador promoveram
maior crescimento da planta (praticamente 4x), diferindo significativamente do meio de
cultura com ausência de 6-BA. A mesma tendência foi observada para massa de folhas.
A concentração indicada para desenvolvimento de ápice caulinar nas condições do
presente experimento deve ser a menor por questões de custo e também para evitar
riscos de vitrificação ou hiper-hidricidade dos explantes, muito comum com o uso de
altas concentrações deste fitorregulador (IVANOVA et al., 2006). Em trabalhos
semelhantes, com ápice caulinar da cultivar seminobre Amarante, apesar do explante
estar determinado e competente para desenvolvimento (KERBAUY, 1999), também
49
houve necessidade da adição de fitorreguladores como isopentenyladenina (2-ip), ácido
indolbutírico (AIB) ou ácido
α naftaleno acético (NAA), (ILLG & SIQUEIRA, 1986;
MORICONI et al. 1990 e TORRES et al. 2000).
Verificamos ainda que quanto à massa de bulbo ou bulbinho obtida a partir de
uma semana de cura, em condições ambientes, a menor concentração de 6-BA (5µM)
foi a única que diferiu estatisticamente da ausência deste fitorregulador. As demais
concentrações não diferiram entre si e tampouco do controle sem fitorregulador, em que
a massa de bulbo foi muito baixa.
Nas Figuras 2 a 4 são apresentadas as tendências dos dados observados como
equações quadráticas. Os valores de R
2
foram de 62,3% para massa fresca de bulbinhos
(Figura 3) e 76,0% para comprimento de plantas (Figura 2). Estes resultados
evidenciaram que os efeitos de concentrações de 6-BA nos desvios da linha de
tendência da equação quadrática são predominantes em relação aos efeitos de ambiente
(erro experimental), que no caso foi satisfatório (CV% entre 17,0 e 18,5). Valores
elevados de R
2
, acima dos obtidos neste trabalho, mas também de natureza quadrática,
foram encontrados por YURI et al. (2004) para massa fresca total de plantas
(R
2
=81,8%) e de bulbinhos (R
2
=87,8%), ou seja, apesar de R
2
ter sido mais alto que em
nosso estudo, a probabilidade de erro experimental também foi maior. Já na figura 4
observou-se o inverso: para massa seca de bulbinho, o valor de R
2
(31,7%) foi baixo e o
CV% de 15,2 também foi baixo, indicando baixo efeito de ambiente.
Concluiu-se, portanto, que deve ser recomendada a concentração de 5µM de 6-
BA para crescimento de ápice caulinar e posterior bulbificação.
50
Figura 2 – Valores de comprimento de folha (cm) observados e pela regressão para as
concentrações (0,0; 5,0; 10,0; 20,0 e 40,0µM) de 6-BA testadas visando ao crescimento
de ápices caulinares.
Figura 3 – Valores de massa fresca de folha (g) observados e pela regressão para as
concentrações (0,0; 5,0; 10,0; 20,0 e 40,0µM) de 6-BA testadas visando ao crescimento
de ápices caulinares.
0.0
5.0
10.0
15.0
20.0
Doses de 6-BA (uM)
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
a
b
b
b
b
R
2
= 76.0%
CV = 18.3%
Y =
-
1.4850X
2
+ 10.7090X
-
2.6900
0.0
5.0
10.0
20.0
40.0
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
0.0 5.0 10.0 20.0 40.0
Doses de 6-BA (uM)
Massa Fresca de Folha (g)
Massa Fresca de Folha Observada
Massa Fresca de Folha pela Regressão
a
b
b
b
b
F
Q
=(*)
R
2
= 62.3%
CV = 17.9%
Y =
-
0.1456X
2
+ 1.025X
-
0.6085
51
Figura 4 – Valores de massa seca de bulbinhos (g) observados e pela regressão para as
concentrações (0,0; 5,0; 10,0; 20,0 e 40,0µM) de 6-BA testadas visando ao crescimento
de ápice caulinar, após transferência para meio de bulbificação.
Na tabela 3, encontram-se os valores médios de taxa de bulbificação e de
chochamento nas diferentes concentrações de 6-BA. As concentrações entre 5 e 20 µM
apresentaram valores próximos (36,0 a 43%). A concentração máxima de 6-BA
apresentou o maior nível de chochamento, com 80,0%. Como no controle não houve
chochamento, pode-se inferir que o 6-BA, de alguma forma, interferiu no processo de
perda de água dos bulbinhos. Apesar dos bulbos apresentarem menor taxa de
chochamento na ausência do 6-BA, a adição deste fitorregulador promoveu um aumento
da massa dos bulbinhos, como salientado anteriormente (Tabela 2). Em 5,0 µM de 6-BA
atingiu-se 100,0% de plantas que apresentaram desenvolvimento de bulbinhos. Após a
transferência destes bulbinhos para o mesmo meio de cultura só que suplementado com
maior concentração de sacarose (60 g.L
-1
), observou-se 41,7% de chochamaneto ou
58,3% de bulbos viáveis (não chochos). Em comparação com os outros tratamentos,
nota-se que este (5 µM de 6-BA) foi o que resultou em maior percentual de bulbos
viáveis. YURI et al. (2004) obteve o valor máximo de 79,3% de produção de bulbinhos
com a cv Caçador.
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
1.4
0.0 5.0 10.0 20.0 40.0
M e io A n te rio r co m 6-BA (uM ) ve rs us 60g .L
-1
par a
b ulbificação
Massa S eca de B u lbo s (g)
Mas s a Sec a de Bulbinhos Observ ada
Mas s a Sec a de Bulbinhos pela Regres são
a
ab
ab
b
ab
F
Q
=(*)
R
2
= 31.7%
CV = 15.2%
Y =
-
0.001584X
2
+ 0.06370X + 0.43139
52
Tabela 3 – Porcentagem de bulbificação e de chochamento de bulbinhos em cinco
concentrações de 6-BA (µM) seguida de transferência para meio com sacarose.
6-
BA
Sacarose
%
Bulbificação
%
Chochamento
%
bulbos
viáveis
0,0 60,0
47,1 0,0 47,1
5,0 60,0
100,0 41,7 58,3
10,0 60,0
91,7 36,4 63,6
20,0 60,0
63,6 42,9 57,1
40,0 60,0
33,3 80,0 20,0
Resultados após transferência para meio com alta concentração de sacarose
(60g.L
-1
), são importantes do ponto de vista prático, pois a produção in vitro de
bulbinho, evita as perdas, muito comuns, durante a aclimatação de plantas, além de
favorecer o intercâmbio de germoplasma (YASSEN et al., 1993; ILLG, 1995). Além
disso, pode-se desenvolver protocolos que visem à exploração da variação somaclonal e
de transformação genética, tendo em vista que as plantas assim obtidas são mantidas
após o processo de bulbificação in vitro.
4.1.2 Efeito da interação entre 6-BA e KIN na micropropagação de alho
No experimento envolvendo outra citocinina (KIN) em combinação com 6-BA
(cinco concentrações), verificou-se a presença de interação altamente significativa (F a
1%) entre os fitorreguladores e significância (F a 5%) somente para efeito de KIN. Não
houve efeito, portanto, para as concentrações de 6-BA. Na tabela 4 são apresentados os
contrastes de médias para a variável comprimento de planta nos 25 tratamentos do
dialélico. A amplitude de variação foi de 2,08 cm, com os maiores valores (embora não
significativos entre si) ficando entre 5,06 e 5,39 cm correspondendo, respectivamente ao
tratamento T4 (25 µM de 6-BA e 0,0 µM de KIN) e T6 (5,0 µM de KIN sem 6-BA).
Muito embora o melhor meio de cultura tenha sido aquele que envolveu somente a KIN
(25 µM) este não diferiu de todas as demais combinações que apresentaram valores de
comprimento de planta acima de 3,85 cm (Tabela 4). Desta forma, pode-se indicar
diferentes meios de cultura com as citocininas isoladas ou em combinação para
53
crescimento de planta a partir de ápices caulinares do clone seminobre (Lavínia 1632,
clone IAC 19). Também é preciso salientar que, nas condições deste experimento, a
ausência das duas citocininas (controle) apresentou semelhança estatística com os meios
de melhores respostas mencionados. Vale lembrar também que ápices caulinares
possuem competência e determinação para crescimento, desde que sejam fornecidas as
condições necessárias de nutrição e luminosidade. Auxinas e citocininas endógenas são
sintetizadas pelos primórdios foliares dos ápices caulinares e radícula, respectivamente,
e podem suprir a demanda para crescimento e enraizamento (KERBAUY, 1999). Seria
importante verificar a taxa de bulbificação, de massa de bulbinho e de chochamento na
etapa posterior de bulbificação numa determinada concentração de sacarose, mantendo-
se, portanto, a identidade do meio anterior. Entretanto, pelo elevado número de plantas
que demandaria um fatorial deste tipo, optamos pela distribuição equitativa das 12
plantas obtidas em cada um dos 25 tratamentos anteriores, testando-se então cinco
concentrações de sacarose para bulbificação, ao invés de uma como seria no fatorial.
54
Tabela 4 – Médias de comprimento de planta para 25 diferentes tratamentos em
dialélico envolvendo cinco concentrações de duas citocininas: KIN (µM) e 6-BA (µM).
Meios de
Cultura Tratamento
KIN 6-BA
Nº de
Repetições
Comprimento
de Planta (cm)
(1)
5%
(2)
T1
0 0 12
4.20 abc
T2 0 15 12
4.74 abc
T3 0 20 12
4.95 ab
T4 0 25 12 5.39 a
T5 0 30 12
3.73 bc
T6 5 0 12
5.06 ab
T7 5 15 12
4.85 abc
T8 5 20 12
4.00 abc
T9 5 25 11
3.71 bc
T10 5 30 12
4.80 abc
T11 10 0 11
4.10 abc
T12 10 15 12
4.36 abc
T13 10 20 12
3.31 c
T14 10 25 12
3.56 bc
T15 10 30 12
3.98 abc
T16 15 0 12
3.85 abc
T17 15 15 12
3.66 bc
T18 15 20 12
3.80 bc
T19 15 25 10
4.23 abc
T20 15 30 11
3.62 bc
T21 20 0 12
3.90 abc
T22 20 15 11
3.70 bc
T23 20 20 11
3.62 bc
T24 20 25 12
3.83 bc
T25 20 30 12
3.57 bc
Kin = kinetina.
(1)
CV(%) = 25.5.
(2)
Médias seguidas por letras distintas diferem entre si ao nível de 5%
de significância pelo teste de Tukey.
55
Na figura 5 foi feito um histograma contendo os 25 tratamentos do dialélico 6-
BA x KIN para a variável comprimento de planta. Pelo histograma nota-se claramente a
pequena oscilação entre as concentrações empregadas. O meio de cultura que
proporcionou menor valor de comprimento (3,31 cm) foi o correspondente ao
tratamento T13 (10,0
µM de KIN e 20,0 µM 6-BA) que diferiu estatisticamente apenas
do tratamento que proporcionou maior valor de comprimento de planta T4 (5,39 cm).
Figura 5 – Comprimento de planta observado para cada combinação de KIN e 6-BA:
T1 (0;0); T2 (0;15); T3 (0;20); T4 (0;25); T5 (0;30); T6 (5;0); T7 (5;15); T8 (5;20); T9
(5;25); T10 (5;30); T11 (10;0); T12 (10;15); T13 (10;20); T14 (10;25); T15 (10;30);
T16 (15;0); T17 (15;15); T18 (15;20); T19 (15;25); T20 (15;30); T21 (20;0); T22
(20;15); T23 (20;20); T24 (20;25); T25 (20;30).
Em função de haver interação entre as duas citocininas (F
**
) para comprimento
de planta foram realizados desdobramentos de graus de liberdade para comparações,
fixando-se uma dada concentração de uma citocinina e variando-se as concentrações da
outra citocinina correspondente.
A figura 6a-j apresenta cada caso específico com as respectivas equações de
melhor ajuste dos dados originais. Os valores de R
2
das equações quadráticas variaram
de 2,3% a 91,6%, sendo que foram discutidos somente os tratamentos que
proporcionaram valores acima de 40,0%. A figura 6a apresentou o valor de R
2
igual a
45,9% e a combinação de maior valor de comprimento de planta (5,39), já mencionado
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
Doses de KIN x 6-BA (uM)
Comprimento de planta (cm)
Comprimento de Planta (cm)
0 0 0
0 0
0 15 20 25 30
5 5 5 5 5
0 15 20 25 30
KIN
6-BA
10 10 10 10 10
0 15 20 25 30
15 15 15 15 15
0 15 20 25 30
20 20 20 20 20
0 15 20 25 30
abc
abc
abc
abc
ab
abc
abc
abc
ab
bc
a
bc
bc
bc
bc
bc
b
c
bc
bc
bc
abc
abc
abc
abc
c
T6 T7 T8 T9 T10 T1 T2 T3 T4 T5
T11 T12 T13 T14 T15 T16 T17 T18 T19 T20 T21 T22 T23 T24 T25
56
anteriormente foi o T4 com 25
µM de 6-BA e 0,0 de KIN. A regressão de melhor ajuste
dos dados dentro deste estrato de desdobramento foi quadrática, cujo ponto de máximo,
foi para 15 µM de 6-BA. O baixo valor de R
2
obtido prejudica a adoção segura deste
meio de cultura visando crescimento in vitro de ápice caulinar. Por outro lado, a
concentração de 20 µM de KIN na ausência de 6-BA (T21) resultou no valor de 86,9%
de R
2
(Figura 6e), propiciando melhor confiabilidade na indicação deste meio de
cultura, apesar do teste de Tukey apresentar-se não significativo (Tabela 4).
Concentrações maiores de KIN mostraram-se prejudiciais ao crescimento da planta na
ausência do 6-BA (Figura 6f). Da mesma forma, na figura 6g, o meio de cultura com
5,0 µM de KIN e 15 µM de 6-BA teve também um valor elevado para R
2
(80,9%),
apesar de serem estatisticamente semelhantes às concentrações de 0,0 e 10,0 µM de
KIN. Este resultado da figura 6g mostra um caso que levou à interação significativa das
duas citocininas na análise de variância, pois houve diferença estatística quando nas
concentrações de 15 e 20 µM de KIN para a concentração fixa de 15 µM de 6-BA.
ILLG et al. (1983) constatou a interação entre os mesmos fitorreguladores e houve
superioridade para a concentração fixa de 25µM de 6-BA e demais concentrações de
KIN.
57
Figura 6 - Valores de comprimento de planta (cm) observados e regressões estimadas
(6a-6j) dentro de cada concentração (desdobramentos de graus de liberdade da análise
de variância) para o dialélico com (0,0; 15,0; 20,0; 25,0; 30,0
µM de 6-BA) X (0,0; 5,0;
10,0; 15,0; 20,0 µM de KIN).
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
0.0 15.0 20.0 25.0 30.0
Doses de 6-BA com 10.0 de KIN
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
Y = 0.0009706X
2
- 0.039733X + 4.1815
F
Q
=(ns)
R
2
= 15.1%
a a a a a
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
0.0 15.0 20.0 25.0 30.0
Doses de 6-BA com 0.0 de KIN
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
ab
a
aab
b
F
Q
=(ns)
R
2
= 45.9%
Y = -0.0039083X
2
+ 0.116666X + 4.17512
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
0.0 15.0 20.0 25.0 30.0
Doses de 6-BA com 5.0 de KIN
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
a
b
ab
a
a
F
Q
=(ns)
R
2
= 26.6%
Y = 0.0018986X
2
- 0.075751X + 5.08714
3.2
3.4
3.6
3.8
4.0
4.2
4.4
0.0 15.0 20.0 25.0 30.0
Doses de 6-BA com 15.0 de KIN
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
Y = -0.000074X
2
- 0.0008481X + 3.90709
F
Q
=(
ns
)
R
2
= 2.3%
a
a
a
a
a
3.0
3.2
3.4
3.6
3.8
4.0
4.2
0.0 15.0 20.0 25.0 30.0
Doses de 6-BA com 20.0 de KIN
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
Y = 0.0005353X
2
- 0.030547X + 4.00149
F
Q
=(
ns
)
R
2
= 86.9%
a
a
a
a a
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
0.0 5.0 10.0 15.0 20.0
Doses de KIN com 0.0
de 6-BA
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
Y = -0.001792X
2
+ 0.00439X + 4.47766
F
Q
=(
ns
)
R
2
= 38.07%
a
a
a
a
a
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
0.0 5.0 10.0 15.0 20.0
Doses de KIN com 15.0 de 6-BA
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
Y = -0.0021558X
2
- 0.018883X + 4.8068
F
Q
=(*)
R
2
= 80.9%
ab
a
ab
b b
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
0.0 5.0 10.0 15.0 20.0
Doses de KIN com 20.0 de 6-BA
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
Y = 0.007532X
2
- 0.20992X + 4.9166
F
Q
=(ns)
R
2
= 91.6%
a
ab
b
b b
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
0.0 5.0 10.0 15.0 20.0
Doses de KIN com 25.0 de 6-BA
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
Y = 0.0078442X
2
- 0.222701X + 5.09403
F
Q
=(*)
R
2
= 91.6%
a
b
b
ab
b
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
5.0
6.0
0.0 5.0 10.0 15.0 20.0
Doses de KIN com 30.0
de 6-BA
Comprimento de Planta
(cm)
Comprimento de Planta Observado
Comprimento de Planta pela Regressão
Y = -0.00592208X
2
+0.0864416X + 4.045714
F
Q
=(ns)
R
2
= 44.6%
b
a
ab
b b
µ
µµ
µ
M
µ
µµ
µ
M
µ
µµ
µ
M
u
µ
µµ
µ
M
µ
µµ
µ
M
µ
µµ
µ
M
µ
µµ
µ
M
µ
µµ
µ
M
µ
µµ
µ
M
µ
µµ
µ
M
a
b
c d
e f
g
h
j i
58
Nas Figuras 6h e 6i, obtiveram-se valores máximos de comprimento fixando 20
e 25
µM de 6-BA para a concentração zero de KIN (regressão). Neste experimento,
verificou-se que concentrações acima de 5µM de 6-BA (experimento anterior) também
se mostraram promissoras para crescimento de ápice caulinar desse clone, o que foi
assegurado por valores de R
2
maiores que 90,0% e com diferença estatisticamente
significativa (Tukey 5%) para 25 µM de KIN no comprimento de 5,39 cm. Portanto,
pode-se concluir que podem ser utilizados meios de cultura com combinações das duas
citocininas e também com o 6-BA isolado para crescimento de ápice caulinar.
4.1.3 Efeito de diferentes níveis de sacarose na bulbificação in vitro de alho
Após a avaliação da altura das plantas obtidas no experimento anterior (4.1.2),
estas foram transferidas aleatoriamente para cinco tratamentos com diferentes
concentrações de sacarose para bulbificação. Após 90 dias nestes novos meios de
cultura foram avaliadas: a razão bulbar, a massa fresca e seca (g) e a perda de água
(PA%) dos bulbinhos obtidos após a cura (temperatura ambiente) de 40 dias. As médias
para os cinco tratamentos para estas variáveis estão apresentadas na tabela 5.
Tabela 5 – Médias das características avaliadas (razão bulbar, massa fresca e seca (g) e
perda de água (%) de bulbinhos) para cinco diferentes tratamentos variando a
concentração de sacarose no meio de cultura visando à bulbificação in vitro.
Sac.
Nº
(1)
Rep.
(2)
Razão
(4,9)
Bulbar
Tukey
5%
Nº
Rep.
Massa
(5)
Fresca
Tukey
5%
Nº
Rep.
Massa
(6)
Seca
Tukey
5%
Nº
Rep.
PA%
(3,7)
5%
70 19 0.69 a
(8)
18
1.70 a
12 0.60 a 12 0.39 a
60 30 0.62 a
29
1.45 ab
20 0.56 a 20 0.50 a
50 21 0.49 b
20
1.58 a
13 0.96 a 13 0.40 a
40 29 0.32 c
23
1.20 ab
19 0.67 a 19 0.42 a
30 18 0.34 c
15
0.93 b
4 0.92 a 4 0.27 a
Sac
= Sacarose.
(1)
Nº = número;
(2)
Rep. = repetição;
(3)
PA% = Perda de água dos bulbinhos após a cura.
(4)
CV(%) = 24.5;
(5)
CV(%) = 42.4;
(6)
CV(%) = 16.4;
(7)
CV(%) = 8.8.
(8)
Médias seguidas por letras
distintas diferem entre si ao nível de 5% de significância pelo teste de Tukey.
(9)
Razão bulbar: diâmentro
do pseudocaule dividido pelo diâmetro maior do bulbinho.
O histograma (Figura 7) mostra os valores da variável razão bulbar observada e
a regressão linear de melhor ajuste dos dados para cinco concentrações de sacarose.
Pode-se observar que a razão bulbar praticamente aumentou de acordo com o aumento
59
da sacarose. As concentrações de sacarose de 60 e 70 g.L
-1
não foram as melhores
concentrações para o formato de bulbinho, pois apresentaram valores acima de 0,62 e
0,69 respectivamente. Quanto menor for a razão bulbar, melhor é a conformação de
bulbos. A concentração de sacarose mais próxima do ideal (0,5) para variável razão
bulbar foi a concentração de 50 g.L
-1
que obteve 0,49 e apresentou diferença estatística
para todas as demais concentrações (Figura 8). Da mesma forma, a massa fresca de
bulbinho na concentração de sacarose 50 g.L
-1
foi razoável (1,58 g), e não mostrou
diferença estatística entre as concentrações de sacarose de 70,0 a 40,0 g.L
-1
(Tabela 5).
Pelo histograma (Figura 7), como a equação de melhor ajuste foi a linear, com um valor
excelente para R
2
(92,0%), depreende-se que concentrações maiores de sacarose (> 70
g.L
-1
) poderão ser testadas para verificar o aumento de massa de bulbinhos (favorável
para plantio posterior dos mesmos) e simultaneamente o formato do bulbinho pela razão
bulbar. Trabalhos de RACCA et al. (1989); CID (1992); SIBOV & ILLG (1992) e
TORRES et al. (2000) obtiveram resultados semelhantes aos nossos quando testaram
elevadas concetrações de sacarose (≥ 60 g.L
-1
) proporciondo altos valores de produção
de bulbinhos, acima de 70%.
Figura 7 - Valores de razão bulbar observada e pela regressão linear para as cinco
concentrações de sacarose testadas. Razão bulbar: diâmentro do pseudocaule dividido
pelo diâmetro maior do bulbinho.
Apesar da maior concentração testada (70 g.L
-1
) somente diferir estatisticamente
da concentração mínima de sacarose (30 g.L
-1
), dentro da precisão experimental obtida
0.00
0.10
0.20
0.30
0.40
0.50
0.60
0.70
0.80
30.0 40.0 50.0 60.0 70.0
Doses de Sacarose (g.L
-1
)
Razão Bulbar (%)
Razão Bulbar Observada Razão Bulbar pela Regressão
a
c b
a
c
F
Q
= (**)
R
2
= 92.0%
CV = 24,5%
Y=0.01036X
-
0.02442
60
(CV% = 42,4), a primeira apresentou o maior valor de massa fresca de bulbinho em
relação a todas as demais concentrações testadas (Tabela 5). De certa forma, parece
haver um decréscimo (g) na característica de massa fresca com a redução da
concentração de sacarose no meio de cultura. Este fato também pode ser notado na
característica razão bulbar.
Para a variável massa seca, novamente, o maior valor foi obtido com a
concentração de 50 g.L
-1
de sacarose. Não houve diferenças estatísticas para massa seca
de bulbinho e porcentagem de perda de água (Tabela 5), apesar da melhor precisão
experimental obtida (CV% 16,4 e 8,8 respectivamente). A presença de semelhança
estatística de massa seca e o oposto, com contrastes significativos, de massa fresca
fazem-nos supor que a perda de água ou o acúmulo de água nos tecidos dos bulbinhos
seguem padrões distintos de acordo com o meio de cultura ou concentração de sacarose.
Apesar de não ser significativa, a maior média de perda de água foi para a concentração
de 60 g.L
-1
com 50,0%. Por outro lado, a menor concentração de sacarose (30 g.L
-1
)
teve menor perda de água (27,0%). Vale ressaltar que nesta menor concentração foi
observada a menor quantidade de bulbinhos viáveis (quatro) após a cura.
61
Figura 8 -
Cultura de ápices caulinares de alho, clone IAC 19: a) e b) Estádios iniciais
em meio de crescimento MS completo acrescido com 5,0 µM de KIN e 0,0 de 6-BA do
tratamento T6; c) Planta em meio MS completo suplementado com 60 g.L
-1
de sacarose
e sem fitorreguladores com formação de bulbinho de alto valor de razão bulbar
≥
0,5
(bulbinho mal formado com a base do pseudocaule emitindo folhas novas); d) Bulbinho
de melhor conformação com razão bulbar
≤
0,5 em meio MS completo suplementado
com 50 g.L
-1
de sacarose e sem fitorreguladores.
a b
c d
62
A quantidade de plantas que formaram bulbinhos e a quantidade de chochos
após a cura de 40 dias em condições ambiente estão apresentados na tabela 6.
Tabela 6 -
Resultados da taxa de bulbificação de plantas e da taxa de chochamento de
bulbinhos após a cura de 40 dias sob condição ambiente.
Meios de cultura
Sacarose (g.L
-1
)
N
o
de ápices
Inoculados
N
o
de Bulbinhos
Bulbificação
(%)
N
o
de bulbinhos
Chochos
Chochos
(%)
30,0 55 15 27,2 11 73,3
40,0 56 23 41,1 4 17,4
50,0 50 20 40,0 7 35,0
60,0 53 29 54,7 9 31,0
70,0 42 18 42,9 6 33,3
Salienta-se que o número de repetições ou de ápices inoculados nos meios de
sacarose foi elevado, pois as plantas desenvolvidas no dialélico 5x5, com 12 plantas por
combinação, foram distribuídas equitativa e aleatoriamente nos novos meios de cultura.
Observa-se que a menor concentração de sacarose (30 g.L
-1
) apresentou a menor
taxa de bulbificação (27,2%) e, dos bulbinhos formados, 73,3% chocharam.
Excetuando-se a concentração de sacarose no meio de 40 g.L
-1
(17,4%) as demais
ficaram ao redor de 30% de bulbinhos chochos. Pode-se concluir que a melhor
concentração de sacarose no meio de cultura após o crescimento do ápice caulinar deve
ser de 50,0 g.L
-1
por reunir os valores de máxima massa seca de bulbo, razão bulbar
ideal, razoável valor de massa fresca de bulbo e níveis razoavelmente baixos de
chochamento após a cura. Pois, a menor concentração de sacarose (30 g.L
-1
), que obteve
baixa razão bulbar (Figura 10), também obteve baixo valor de massa fresca e
bulbificação, além de alta taxa de chochamento.
Por experiências e observações anteriores no Laboratório de Cultura de Tecidos
do Centro, verificou-se que a bulbificação ocorria
in vitro
, mas muitas vezes não havia
interrupção do desenvolvimento vegetativo das plantas, como ocorre em condições
naturais, onde a planta entra em senescência com seca contínua das folhas até a
maturação e dormência dos bulbos por ocasião da colheita. Portanto, nas condições
in
vitro,
as folhas continuam sendo emitidas e, por essa razão, os bulbinhos não entram em
dormência e perdem água após a retirada do meio de cultura, havendo chochamento,
provavelmente pela umidade no interior do frasco (Figura 9).
63
Figura 9 -
Cultura de ápices caulinares de alho, clone IAC 19: a), b), c) Diferentes
bulbinhos formados inicialmente em meios do dialélico 6-BA x KIN, seguido de
transferência das plantas para meio com elevada concentração de sacarose para
bulbificação. Os bulbinhos estão formados, mas a parte aérea não mostra senescência.
d) Bulbinho de razão bulbar ideal, mas com emissão continua de brotações contribuindo
para o chochamento quando da retirada das condições
in vitro
e manutenção no
ambiente.
No sistema
in vitro
, foi observado que após o início da bulbificação, pelo
aumento do potencial osmótico do meio com aumento da concentração de sacarose e a
manutenção das plantas sempre em regime de 16 horas de luz por 8 horas de escuro
(“dias longos”), há contínuo secamento e emissão de folhas, mesmo já tendo formado os
bulbinhos (Figuras 9 e 10). Por essa razão, decidiu-se modificar as concentrações de
nutrientes do meio básico e, principalmente as quantidades de sais nitrogenados
(amoniacal e nítrico) presentes no MS, além de testar duas concentrações de sacarose
(MAGALHÃES, 1986) no experimento a seguir (4.1.4). Vale salientar que nas
condições de campo, a adubação nitrogenada, principalmente na forma reduzida
amoniacal, como uréia, sulfato de amônio ou mono-amônio fostato (MAP) pode causar
o distúrbio genético/fisiológico do alho conhecido como pseudoperfilhamento ou
a
b
c
d
64
superbrotamento (COSTA et al., 1993; MELO & OLIVEIRA, 1999). Este distúrbio
muito comum nos alhos nobres e nos precoces também é influenciado por muita
umidade (chuvas e irrigação demasiadas) na fase de desenvolvimento dos bulbos
(VASCONCELLOS et al., 1971; SOUZA & CASALI, 1986; RESENDE & SOUZA,
2001). Como no sistema
in vitro
são fornecidos continuamente sais minerais (inclusive
nitrogênio) às plantas, além da manutenção de elevada umidade relativa nos frascos de
cultura, decidiu-se estudar o controle da emissão de novas folhas (brotações) durante a
fase de transferência para meio de cultura visando a bulbificação. Outro problema que
pode advir da cultura de ápices caulinares
in vitro
é o aumento do número de bulbinhos
chochos por influência do fornecimento constante do nitrogênio do meio MS. Sob
condições de cultivo a campo existe correlação de frequência de bulbos chochos com
doses crescentes de N (COSTA et al., 1993; MAROUELLI et al., 2001).
Figura 10 -
Formação de bulbo com toalete prévia das folhas externas mostrando a
brotação nova do bulbo evidenciando a ausência de dormência das gemas vegetativas
presentes na base do bulbo.
4.1.4 Efeito de diferentes níveis de sacarose e nitrogênio total na bulbificação in
vitro
De acordo com o observado no experimento anterior (4.1.3), foram feitos
meios de cultura alterando as concentrações do meio MS, nitrogênio do MS e sacarose,
nas combinações apresentadas anteriormente em material e métodos (3.1.7).
A tabela 7 mostra as médias das características avaliadas (massa seca de folha
(g), escala de notas de folhas (1 a 4) e massa seca (g) de bulbinho) e a significância dos
contrastes observados para os 10 tratamentos de bulbificação com diferentes
65
concentrações de sacarose, nitrogênio e MS, depois do crescimento preliminar dos
ápices em meio MS completo, acrescido de 5
µ
M de 6-BA por cerca de 40 dias. Para
melhor visualização das dispersões dos dados foram feitos histogramas a partir da tabela
7, gerando as figuras 12 a 14.
Tabela 7
– Médias das características avaliadas para massa de bulbinho (g), escala de
notas (1 a 4) para intensidade de necrose e coloração da parte aérea (folhas) e massa
seca de folha de bulbinho (g) em meios de cultura com variação da concentração do
meio MS, de sacarose e de nitrogênio.
Meios
Nº
Rep.
Massa Seca
de Folha
(g)
(1)
5%
Escala de
Notas de
Folhas
(2,5)
5%
Massa Seca
Bulbinho
(g)
(3)
5%
1 = MS + 60 Sac. 18
0.17 bc 2.20 bcd 0.73 a
(4)
2 = ½ MS + 60 Sac. 19
0.21 bc 2.07 bcd 0.57 ab
3 = MS + 60 Sac.
s/N
18
0.11 bc 1.43 d 0.40 abc
4 = ½ MS + 60 Sac.
s/N
19
0.09 c 1.53 cd 0.48 abc
5 = MS + 30 Sac. 17
0.40 a 3.63 a 0.24 bcd
6 = ½ MS + 30 Sac. 17
0.26 ab 2.34 bcd 0.30 bcd
7 = MS + 30 Sac.
s/N
19
0.11 bc 2.54 ab 0.23 cd
8 = ½ MS + 30 sac.
s/N
19
0.12 bc 2.14 bcd 0.27 bcd
9 = 60 + Agar-água 18
0.11 bc 1.32 d 0.19 cd
10 = 30 + Agar-
água
18
0.20 bc 2.48 abc 0.08 d
Sac. = sacarose; s/N = sem nitrogênio; Nº = número; Rep = repetição; MS =
Murashige & Skoog (1962).
(1)
CV(%) = 6,6;
(2)
CV(%) = 22.2;
(3)
CV(%) = 11,3.
(4)
Médias seguidas por letras distintas diferem entre si
ao nível de 5% de significância pelo teste de Tukey.
(5)
Notas de folhas: folhas completamente secas (nota
1), somente a base da planta ainda verde (nota 2), planta somente com a ponta das folhas secas (nota 3) e
completamente verdes (nota 4).
No tratamento 5 (MS completo acrescido de 30 g.L
-1
de sacarose) a massa seca
de folha retirada dos bulbinhos no final do experimento (cerca de 60 dias em meio de
bulbificação) foi maior significativamente que os demais meios, exceto no tratamento 6
66
(½MS + 30 g.L
-1
), onde foi semelhante. Nos demais tratamentos, não houve variação
significativa na massa seca de folha. Esta variável foi, portanto, de baixa discriminação
para escolha de meios de cultura, a julgar pelas múltiplas variações estabelecidas. Por
outro lado, a variável nota de necrose e coloração durante a fase final de bulbificação,
foi a que melhor diferenciou os meios de cultura. Analisando a tabela 7 e o histograma
da figura 12, observa-se que o meio de cultura mais simples com água-ágar (T9)
acrescido de 60 g.L
-1
de sacarose foi o que teve as folhas com maior nível de seca
(senescência), ficando mais próximo de um (Tabela 7). Utilizando-se água-ágar e
reduzindo-se a sacarose pela metade (30 g.L
-1
) no tratamento 10, o valor encontrado
para a mesma característica passou para nota média de 2,5 diferindo estatisticamente da
concentração de 60 g.L
-1
. Por outro lado, o meio simples sem nutrientes e com 60 g.L
-1
de sacarose, apesar de causar a senescência das folhas (sem brotações novas) após a
formação dos bulbinhos, teve o menor valor para massa seca após 14 dias de colheita ou
cura (0,08 a 0,19g). O ideal é que o meio forneça condições iniciais de manutenção e
crescimento de folhas para produção de bulbinhos de maiores massas, porém com
interrupção de novas emissões de folhas. Neste contexto, observou-se que os meios de
cultura mais próximos deste ideal foram aqueles que continham metade dos sais MS +
60 g.L
-1
de sacarose (T4) e MS completo com 60 g.L
-1
de sacarose (T3), porém ambos
sem nitrogênio. É sabido que reduzindo a disponibilidade do nitrogênio na fase de
indução e crescimento de bulbinho, pode-se reduzir a produção de novas folhas,
melhorando posteriormente sua conservação durante o processo de cura (BARKER &
MILLS, 1980). As combinações de sais de MS e nitrogênio (tratamentos 5 a 8) não
mostraram efeito na concentração de 30 g.L
-1
de sacarose para aumento de massa de
bulbinho e redução de notas de folha. Concluiu-se, portanto que, para aumento de massa
de bulbinho simultaneamente com a senescência de folhas durante o processo de
bulbificação
in vitro,
deve-se aumentar a concentração de sacarose, fornecer nutrientes
pelo MS, mas retirar os compostos nitrogenados. Ressalte-se que a fase de crescimento
de ápice é anterior a este processo de bulbificação e necessita de condições favoráveis
de nutrição, portanto de MS completo com sacarose a 30 g.L
-1
. RODRIGUES (1994),
utilizando cebola, também avaliou diferentes concentrações do nitrogênio total no meio
MS para estudar o efeito do nitrogênio na bulbificação
in vitro
, porém não encontrou
diferenças significantes estatisticamente, para as variáveis analisadas. Por outro lado,
YURI et al. (2004), trabalhando com a cultivar nobre Caçador induziu primeiro o
superbrotamento
in vitro
com a frigorificação ou vernalização prévia dos bulbos
67
(doadores de ápices) e depois transferência para meio de crescimento de ápices. Com
isso obteve uma taxa de multiplicação média em torno de 1:2, inferior ao obtido por
MORICONI et al. (1990) e por ILLG (1995). Salienta-se que para cultivares nobres, ou
seja, aqueles muito exigentes em fotoperíodo (> 13hs de luz) para bulbificar e que são
genotipicamente muito sensíveis ao superbrotamento, como o caso da cv Caçador do
trabalho de YURI et al. (2004), a estratégia adotada poderia ser outra: ao invés do uso
de vernalização nos bulbos antes da retirada dos ápices, o aumento da concentração de
sacarose no período de cultivo em meio de cultura, a exemplo do que foi realizado no
presente trabalho. O nosso resultado mostra que as plantas continuam a emitir novas
folhas externas e internas ao bulbinho
in vitro
, semelhante ao fenômeno de
superbrotamento, com o fornecimento contínuo de N no meio MS. Isto provocou
brotações laterais e formação de novos bulbinhos. Este fato ocorreu de forma esporádica
na cultivar IAC-19, pois esta é considerada muito resistente ao super brotamento
(LISBÃO et al., 1993), como pode ser visto na figura 11.
As figuras 12, 13 e 14 mostram, em histograma, os valores observados de massa
seca (g) de folhas, notas (1 a 4) para intensidade de necrose e coloração de folhas e
massa seca (g) de bulbinhos, para os dez tratamentos testados com diferentes
concentrações de MS, sacarose e nitrogênio para desenvolvimento de bulbinhos.
Figura 11 -
Bulbinhos de alho da cultivar IAC-19, formados em meio de bulbificação
MS completo, sem fitorreguladores, suplementado com 60 g.L
-1
de sacarose (T1). Nota-
se bulbificação (setas) a partir de gemas laterais.
68
Figura 12
– Valores de massa seca (g) de folhas observados para os dez tratamentos
testados com diferentes concentrações de MS, sacarose e nitrogênio para
desenvolvimento de bulbos.
Notas de folhas: folhas completamente secas (nota 1), somente a base da planta ainda verde (nota 2),
planta somente com a ponta das folhas secas (nota 3) e completamente verdes (nota 4).
Figura 13
– Valores de notas (1 a 4) de intensidade de necrose e coloração da parte
aérea (folhas) observados para os dez tratamentos testados com diferentes concentrações
de MS, sacarose e nitrogênio para desenvolvimento de bulbos.
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
Meios de Cultura
Massa Seca de Folhas (g)
Massa Seca de Folhas
ab
bc
CV = 6.6%
60+MS
60+1/2
MS
60+MS
S/N
30+
1/2MS
60
30
30+MS
30+1/2
MSe S/N
30+MS
e S/N
60+1/2
MS e
S/N
c
ab
bc
bc
bc
bc
bc
bc
0.0
0.5
1.0
1.5
2.0
2.5
3.0
3.5
4.0
Meios de Cultura
Notas de Seca de Folhas (1 - 4)
Notas de Seca de Folhas
a
abc
ab
bcd
CV = 22.6%
60+MS
60+
1/2MS
60+MS
S/N
30+
1/2MS
60
30
30+MS
30+1/
2
MS e
S/N
30+MS
e S/N
60+1/2
MS e
S/N
bcd
cd
bcd
d
bcd
d
69
Figura 14 – Valores de massa seca (g) de bulbinhos observados para os dez
tratamentos testados com diferentes concentrações de MS, sacarose e nitrogênio para
desenvolvimento de bulbos.
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
Meios de Cultura
Massa Seca de Bulbinhos (g)
Massa Seca de Bulbinhos
a
abc
abc
ab
bcd
CV = 11.3%
60+
MS
60+1/2
MS
60+MS
S/N
30+
1/2MS
60
30
30+
MS
60+1/2
MS e
S/N
bcd
cd
bcd
cd
d
30+1/2
Ms e
S/N
30+MS
e S/N
70
Na tabela 8, estão as taxas de bulbificação e de bulbinhos chochos nos dez meios
de cultura. Novamente verifica-se que os meios de cultura com 60 g.L
-1
de sacarose
apresentaram-se mais favoráveis ao processo de bulbificação e controle do
chochamento. Todas as combinações de MS com 60 g.L
-1
de sacarose com e sem
nitrogênio tiveram 0,0% de bulbinhos chochos. Da mesma forma em que foram
discutidos para as variáveis notas de necrose e coloração de folhas e massa seca de
bulbinhos, nota-se que os melhores meios de cultura para aumento da bulbificação e
redução de chochamento foram ½ MS + 60 g.L
-1
de sacarose (tratamento 3) e MS
completo + 60 g.L
-1
de sacarose (tratamento 4), ambos sem nitrogênio.
Tabela 8 – Porcentagem de plantas que bulbificaram (%) e chochamento dos bulbinhos
obtidos (%) após a cura de 35 dias em condições ambiente.
Tratamento/Meio de cultura % Bulbificação % Chochamento
1=60g.L
-1
de Sacarose + MS 88,9 0,0
2=60g.L
-1
de Sacarose + ½MS 75,0 0,0
3=60g.L
-1
60g/L de Sacarose + MS
(Sem Nitrogênio)
100,0 0,0
4=60g.L
-1
60g/L de Sacarose + ½MS
(Sem Nitrogênio)
89,5 0,0
5=30g.L
-1
de Sacarose + MS 63,2 25,0
6=30g.L
-1
de Sacarose + ½MS 88,2 0,0
7=30g.L
-1
de Sacarose + MS (Sem
Nitrogênio)
94,7 11,1
8=30g.L
-1
de Sacarose + ½MS (Sem
Nitrogênio)
89,5 0,0
9=60g.L
-1
+ Água-agar 77,8 21,4
10=30g.L
-1
+ Água-agar 55,6 20,0
71
4.2 Ginogênese In Vitro de Cebola
4.2.1 Cultura de botões florais
4.2.1.1 Influência do genótipo, estádio de desenvolvimento dos botões e meios de
indução MI1 e MI2 na regeneração in vitro
Em agosto de 2006 foi feita coleta de inflorescências de cebola na empresa
SAKATA. Foram coletadas umbelas abertas (sem antese de flores) e fechadas de três
genótipos diferentes (1842, 2519, 2592). Dos três genótipos, inoculou-se um total de
700 botões florais, sendo inoculados 320 botões para o genótipo 1842, 140 botões para
o genótipo 2519 e 240 botões para o genótipo 2592.
Os resultados de taxa de calogênese obtidos nos diferentes tratamentos (variação
de meios de cultura, de estádios de botões florais e de genótipos), após um período de
45 dias de repicagem são mostrados na figura 15. A análise estatística apresentou
somente efeito significativo de estádio de botões florais pelo teste F na análise de
variância. O coeficiente de variação experimental foi razoável, com valor de 28,5%.
Figura 15 - Taxa de calogênese em porcentagem obtida em três diferentes genótipos de
cebola (1842; 2519; 2592) à partir de cultivo de botões florais de diferentes tamanhos:
médios (0,014 g e/ou ≥ 4 mm) e grandes (0,018 g e/ou ≥ 5 mm) e em meios de indução:
MI1 - B-5 suplementado com de 75 g.L
-1
de sacarose, com fitorreguladores e MI2 - B-5
suplementado com 30 g.L
-1
de sacarose, sem fitorreguladores.
10,0
10,00
9,2
4,0
10,0
10,0
10,0
0,0
8,3
11,0
7,5
0,0
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
% DE CALOS
Com Sem Com Sem Com Sem Com Sem Com Sem Com Sem
Médios Grandes Médios Grandes Médios Grandes
1842 2519 2592
72
O genótipo 1842 foi o mais responsivo, com porcentagem de calos superior a 4,0
para as variáveis testadas (tamanho de botão; meios MI1 e MI2), tendo melhor
desempenho com tamanho de botão médio (0,014 g e/ou
≥ 4 mm). Os genótipos 2519 e
2592 também tiveram melhor desempenho com tamanho médio (0,014 g e/ou ≥ 4 mm)
de botões. Já a presença e ausência de fitorreguladores e maior ou menor concentração
de sacarose (meios MI1 e MI2), foi variável (0,0 a 11,0%) entre os três genótipos .
A quantidade de calos que apresentaram formações embriogênicas pelo número
total de botões inoculados (viáveis) por tratamento, encontra-se na figura 16.
Figura 16 - Porcentagem de embriões formados em três diferentes genótipos de cebola
(1842; 2519; 2592) à partir de cultivo de botões florais de diferentes tamanhos: médios
(0,014 g e/ou ≥ 4 mm) e grandes (0,018 g e/ou ≥ 5 mm) e em meios de indução: MI1 -
B-5 suplementado com de 75 g.L
-1
de sacarose, com fitorreguladores e MI2 - B-5
suplementado com 30 g.L
-1
de sacarose, sem fitorreguladores.
Para essa característica (Figura 16), observou-se um efeito acentuado de
genótipos entre os tratamentos utilizados de: presença (MI1) e ausência (MI2) de
fitorregulador no meio de cultura básico e tamanho de botões florais. Novamente o
genótipo 1842 foi o mais responsivo a todos os tratamentos aplicados. Para esse
genótipo, a presença constante de fitorregulador desde o início da inoculação dos botões
florais até após a primeira repicagem (45 dias) foi prejudicial para o estabelecimento do
7,5
15,0
1,7
3,0
0,0 0,0
0,0
0,0
0,0 0,0
10,0
0,0
0,0
2,0
4,0
6,0
8,0
10,0
12,0
14,0
16,0
% DE EMBRIOGÊNESE
IN VITRO
Com Sem Com Sem Com Sem Com Sem Com Sem Com Sem
Médios Grandes Médios Grandes Médios Grandes
1842 2519 2592
73
processo de embriogênese (regeneração de plantas). Houve uma redução significativa
na taxa de calos que apresentaram plantas regeneradas, ou seja, de 18,0% para 9,2% na
taxa de regeneração, agrupando-se os estádios de botões florais (grandes, médios e
pequenos) nas classes sem (MI1) e com (MI2) fitorregulador. De forma oposta, dentro
ainda do contexto de efeito de genótipos, houve resposta positiva para o genótipo 2592
somente no tratamento em que foram utilizados botões grandes (0,018 g e/ou
≥ 5 mm) e
na presença (MI1) de fitorreguladores, com 10,0% de taxa de calos apresentando
regeneração. Pode-se observar que a resposta favorável ao meio de cultura é muito
influenciada pelo genótipo e, dentro deste, pelos estádios dos tecidos do explante
inoculado.
O tratamento com meio de cultura sem (MI2) fitorregulador foi mais eficiente
para regeneração. O único tratamento responsivo para regeneração de plantas no
genótipo 2592 foi para botões grandes (0,018 g e/ou ≥ 5 mm) e, nesse caso, com a
presença (MI1) contínua de fitorregulador. Nenhuma planta foi obtida no genótipo
2519. A figura 17 apresenta em valores totais (absolutos), o número de plantas
conseguidas com os três genótipos testados.
Figura 17 – Número absoluto de plantas regeneradas, juntando-se tamanho de botões
médios (0,014 g e/ou ≥ 4 mm) e grandes (0,018 g e/ou ≥ 5 mm) e meios de indução
(MI1 e MI2), para cada um dos três genótipos testados (1842; 2519 e 2592).
14
0
4
0
2
4
6
8
10
12
14
1842 2519 2592
74
As dezoito plantas obtidas foram isoladas dos calos e transferidas para meio de
cultura MS com 30 g.L
-1
de sacarose para crescimento, enraizamento e aclimatação,
mas infelizmente nesse período, 61,11% das plantas foram perdidas por contaminação,
27,77% por hiper-hidricidade e 11,11% não agüentaram a tentativa de aclimatação e não
sobreviveram em casa de vegetação.
De qualquer forma, esses resultados preliminares obtidos mostraram a
necessidade de se dar continuidade às pesquisas, pois indicam uma alta influência do
genótipo em relação ao tamanho do explante (botão floral) e do uso contínuo ou não de
fitorreguladores nos meios testados (MI1 e MI2).
4.2.1.2 Efeito de genótipo, tamanho dos botões florais, meios de indução e tempo de
exposição no meio de indução na regeneração in vitro
Foram recebidas umbelas (abertas e fechadas) de cebola num período de
aproximadamente três meses (11/07/07 a 17/10/07) de 15 genótipos. Destes, foram
inoculados 9360 botões florais aproximadamente 32.982 óvulos (6 óvulos por botão
floral) dos quais 5497 botões florais foram viáveis (41,27% contaminação). Na tabela 9,
pode-se observar a quantidade de botões inoculados que não contaminaram, seus
estádios de umbela e botão, e o tempo no meio de indução.
Tabela 9 – Número absoluto de botões florais que não contaminaram (viáveis) obtidos
para cada estádio de explante e tempo nos meios de indução de ginogênese de cebola:
MI1 – B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, suplementado com 75 g.L
-1
de sacarose e MI3, mesmo meio de indução MI1, porém suplementado com 500 mg.L
-1
de espermina.
Tempo no meio de
indução para ginogênese
Explantes/Estádios
7
dias
14
dias
21
dias
45
dias
Contínuo
Total
Umbela aberta/botão grande 220 205 240 160 60 885
Umbela aberta/botão médio 236 202 267 140 100 945
Umbela aberta/botão pequeno 240 219 231 1420 100 930
Umbela fechada/botão grande 168 188 160 120 120 756
Umbela fechada/botão médio 173 228 183 220 140 944
Umbela fechada/botão pequeno 193 200 164 320 160 1037
Total 1230 1242 1245 1080 640 5497
75
ALAN et al. (2004) e MICHALIK et al. (2000) observaram que o tamanho de
botão tem efeito na indução de ginogênese e que os botões médios e grandes têm maior
taxa de regenerações. Com base nisso, procurou-se realizar uma triagem de estádios de
maturação de umbelas e botões (Tabela 10) aliada a tempos diferentes no meio indutivo,
relacionando estes caracteres à regeneração dos explantes inoculados.
Tabela 10 - Porcentagem de regeneração de plantas de cebola para cada tipo de
explante (botão floral) e o estádio de desenvolvimento da umbela (planta matriz) de que
o explante foi retirado.
Explantes/Estádios %
Umbela aberta botão grande 0,145
Umbela aberta botão médio
0,145
Umbela aberta botão pequeno
0,109
Umbela fechada botão grande
0,145
Umbela fechada botão médio
0,145
Umbela fechada botão pequeno
0,163
Nossos resultados mostraram que botões pequenos, provindos de umbela
fechada, apresentaram maior porcentagem de regeneração. Segundo MUSIAL et al.
(2005), os óvulos dos botões continuam a se desenvolver após a inoculação no meio de
indução. Com isso, quanto maior o tempo de permanência no meio de indução, maior a
probabilidade de formar embriões. Como, segundo os mesmos autores, os botões florais
pequenos são os que estão num estádio mais prematuro no momento da inoculação
(célula mãe - megásporo), eles tiveram maior chance de desenvolver o saco embrionário
e regenerar.
Em relação ao tempo de permanência no meio de indução, observou-se um
aumento no número de plantas regeneradas à medida que o tempo de permanência
aumentou, com o valor máximo para os explantes que ficaram continuamente no meio
indutivo MI1 (contínuo) (Tabela 11). Esta tentativa de avaliar a cinética de
desenvolvimento por tempo de indução foi motivada pelos trabalhos de GEOFFRIAU et
al. (2006), CAMPION et al. (1992), JAKŠE et al. (1996) e MARTINEZ et al. (2000).
Isto foi feito com o intuito de reduzir a taxa de hiper-hidricidade dos explantes, uma vez
que o tempo de permanência dos botões florais em meios com a citocinina 6-BA e a
76
presença de alto teor de sacarose (75 g.L
-1
) são indutores deste processo fisiológico
(SAHER et al., 2005, GEOFFRIAU et al., 2006). E não com intuito de diminuir
oxidação, já que os botões inoculados nos meios de indução não oxidaram. Porém, ao
contrário do que esperávamos, a permanência dos explantes nos diferentes períodos em
meio de indução não reduziu a taxa de hiper-hidricidade dos mesmos. Esta variou de 0,0
a 100,0% e se manifestou de forma oscilante de acordo com o genótipo e estádio de
desenvolvimento do explante e não com os dias de permanência em meio de indução
(MI1 e MI3).
Tabela 11 - Porcentagem de regeneração de plantas a partir de botões florais de cebola
nos diferentes períodos de tempo em que permaneceram nos meios de indução MI1: B-5
com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75g.L
-1
de sacarose e 5,8g.L
-1
de ágar e MI3, mesmo meio de indução MI1, porém suplementado com 500 mg.L
-1
de
espermina. Considerando-se todos os 15 genótipos testados e todos os estádios de
botões (grandes, médios e pequenos).
Dias %
7 0,145
14 0,181
21 0,272
45 (Controle) 0,072
Contínuo 0,181
Espermina 0,036
77
Na tabela 12 verificamos comportamentos distintos entre genótipos, indicando
dependência para regeneração.
Tabela 12 - Porcentagem de plantas de cebola regeneradas a partir de botões florais que
foram inoculados em meio de indução MI1: B-5 com 2,0mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0mg.L
-1
de
6-BA, contendo 75g.L
-1
de sacarose e 5,8g.L
-1
de ágar e MI3, mesmo meio de indução
MI1, porém suplementado com 500 mg.L
-1
de espermina, considerando-se todos os
diferentes períodos de tempo (7, 14, 21, 45 e controle contínuo) em que permaneceram
em meio de indução para cada genótipo em particular.
Genótipos %
2753 0,436
2510 0,163
2592 0,090
2770 0,072
2500 0,036
2125 0,018
2479 0,018
2752 0,018
Neste experimento testando-se botões florais, dentre os 15 genótipos utilizados,
8 genótipos (53,33%) regeneraram 47 plantas (0,855%). A literatura apresenta
resultados semelhantes com baixa frequência de regeneração de plantas via ginogênese
in vitro. BOHANEC et al. (1995) testaram ovários e óvulos obtendo 1,1 a 7,6% de
plantas regeneradas para ovários e 0,1 a 0,6% para óvulos; GEOFFRIAU et al. (1997)
estudaram 22 genótipos e obtiveram de 0 a 11,1% de plantas regeneradas; MICHALIK
et al. (2000), estudaram 30 genótipos, dos quais 21 regeneraram de 0,2 a 10%. A
literatura cita dependência do genótipo como fator predominante na resposta in vitro
(CAMPION et al., 1992; JAKŠE et al., 1996; GEOFFRIAU et al., 1997; MICHALIK et
al., 2000 e GEOFFRIAU et al., 2006). Tanto os resultados do experimento anterior
(4.2.1.1) como resultados deste experimento (4.2.1.2) mostraram alta interação entre
genótipos, meios de cultura e estádios de botões.
Na tabela 13 pode-se observar um resumo de todas as plantas regeneradas in
vitro
e sua sobrevivência.
78
Tabela 13 – Resumo das plantas regeneradas in vitro a partir de botões florais
inoculados e mantidos nos meios de indução (MI1 e MI3) por diferentes períodos de
tempo (tempo de exposição - dias) no ano de 2007.
Genótipo Umbela
Tamanho de
Botão
Dias no meio de
indução
Sobrevivência
2500 aberta médio 21 Contaminação
2500 aberta médio 21 Contaminação
2753 fechada grande contínuo Contaminação
2753 fechada grande contínuo Contaminação
2753 fechada médio 7 Contaminação
2753 fechada grande contínuo Contaminação
2753 fechada médio Espermina/contínuo Contaminação
2753 fechada grande contínuo Necrose
2753 fechada pequeno 21
Não sobreviveu
à aclimatação
2753 fechada médio 14
Não sobreviveu
à aclimatação
2753 fechada médio 14
Não sobreviveu
à aclimatação
2753 fechada médio 14 contaminação
2753 fechada pequeno 21 Necrose
2753 fechada grande controle Necrose
2753 aberta médio 21 Contaminação
2753 aberta pequeno 21 Contaminação
2753 aberta médio 21 Contaminação
2753 aberta grande 21 Contaminação
2753 aberta grande 21 Contaminação
2753 aberta pequeno 14 Contaminação
2753 aberta pequeno 14 Contaminação
2753 aberta pequeno 14 Contaminação
2753 aberta pequeno 14 Contaminação
2753 aberta pequeno 14 Contaminação
2753 aberta médio 7 Contaminação
2753 aberta médio 7 Contaminação
2479 aberta médio 7 Contaminação
2510 fechada pequeno controle Aclimatada
2510 fechada pequeno controle Contaminação
2510 aberta grande contínuo Contaminação
2510 fechada pequeno 21 Necrose
2510 fechada pequeno 21 Contaminação
2510 fechada grande 21
Não sobreviveu
à aclimatação
2510 fechada pequeno contínuo Contaminação
2510 fechada grande contínuo Contaminação
2510 aberta grande 7 Contaminação
2752 aberta grande controle Necrose
2770 fechada pequeno 14 Contaminação
2770 fechada médio 21 Contaminação
2770 fechada pequeno 21 Necrose
.
2770 fechada médio 14 Necrose
2592 aberta médio contínuo Contaminação
2592 aberta grande 21/espermina Contaminação
2592 aberta grande contínuo Contaminação
2592 fechada grande 7 Contaminação
2592 fechada médio 7 Contaminação
2125 aberta grande
7
Contaminação
79
Como se pode notar na tabela 13 a taxa de sobrevivência das plantas foi baixa.
Um dos fatores que podem ter contribuído para a baixa taxa de sobrevivência das
plantas regeneradas foi a alta taxa de contaminação, agravada principalmente pelo
manuseio para poda das raízes para análise cromossômica.
Outro fator de influência foi a aclimatação, pois as plantas regeneradas que
foram para casa de vegetação não sobreviveram a esta etapa. Segundo JAKŠE et al.
(2003), o fato de muitos embriões não conseguirem desenvolver plantas pode ser devido
à alta depressão por endogamia presente em cebola. Além disso, se as plantas que
estavam sendo testadas na aclimatação fossem haplóides, poderiam ser mais fracas e
provavelmente não conseguiriam sobreviver a condições drásticas como a da
aclimatação.
A literatura também mostra a difícil manutenção dos embriões até a fase adulta.
CAMPION & ALLONI (1990) conseguiram regenerar, em 6 meses, plantas de metade
dos embriões produzidos; BOHANEC et al. (1995) utilizando óvulos obtiveram 0,15%
de regeneração, destes foram aclimatadas com sucesso 0,02% de plantas. Utilizando
ovários obtiveram taxa de regeneração de 2,32% e conseguiram aclimatar 0,81% destes.
JAKŠE et al. (1996) obtiveram taxa de regeneração de 1,38% e a aclimatação destes foi
de 0,29%. PUDDEPHART et al. (1999) obtiveram 1,8% de embriões e aclimataram
0,8% destes. ALAN et al. (2003) obtiveram taxa de regeneração de 0,86% e
conseguiram manter 0,56% das plantas. E ALAN et al. (2004) obtiveram taxa de
regeneração de 4,64% e aclimataram com sucesso 3,1% plantas.
4.2.2 Análise cromossômica
O tecido da parede celular das raízes in vitro é um tecido mais difícil de se
trabalhar que um de raiz comum, pois é um tecido mais duro, de difícil espalhamento e
com poucas divisões em fase de metáfase, por isso tivemos que ter muito cuidado na
preparação para termos certeza do número cromossômico. Além disso, depois do corte
das raízes das plantas in vitro, essas plantas ficaram fracas e algumas acabaram não
sobrevivendo ou contaminando devido ao alto grau de manipulação. As plantas que
sobreviveram não tornaram a formar raízes in vitro. Outro motivo que dificultou a
análise cromossômica foi que algumas plantas não enraizaram.
Foram coletadas raízes de 22 plantas das 47 regeneradas in vitro a partir de
botões florais do experimento anterior (4.2.1.2). Na maioria não se pode ter certeza do
número cromossômico. Quatro destas plantas foram consideradas como mosaicos (n +
80
2n) e cinco foram diplóides ou duplo-haplóides (2n). Na tabela 14 encontra-se o
resultado da análise cromossômica.
Tabela 14 - Número de cromossomos de cada planta regenerada nos estádios de
umbelas, tamanhos de botões florais, dias em meio de indução e genótipos.
Genótipos Explantes Dias de Indução Cromossomos
2479 Umbela aberta botão médio 7 16
2592 Umbela aberta botão médio Contínuo 16
2510
Umbela fechada botão
pequeno
Contínuo 16
2510 Umbela fechada botão grande 21 16
2770
Umbela fechada botão
pequeno
21 16
2770
Umbela fechada botão
pequeno
14 mosaico
2753 Umbela fechada botão médio 14 mosaico
2510 Umbela aberta botão grande contínuo mosaico
2770
Umbela fechada botão médio 14 mosaico
2753 Umbela fechada botão grande contínuo S/ divisão celular
2753 Umbela fechada botão médio 7
s/ metáfase
2753 Umbela fechada botão grande contínuo S/ divisão celular
2753 Umbela fechada botão médio Espermina/contínuo S/ divisão celular
2753 Umbela fechada botão grande contínuo S/ divisão celular
2753
Umbela fechada botão
pequeno
21 S/ divisão celular
2753
Umbela fechada botão médio
14 S/ divisão celular
2753
Umbela aberta botão médio
21 S/ divisão celular
2753
Umbela fechada botão
pequeno
21 S/ divisão celular
2753
Umbela fechada botão grande
controle S/ divisão celular
2510
Umbela fechada botão
pequeno
controle
S/ divisão celular
2510
Umbela aberta botão grande 7
S/ divisão celular
2592
Umbela aberta botão grande 21/espermina
S/ divisão celular
81
Na figura 18 pode-se ver uma foto dos 16 cromossomos da planta 2479,
regenerada de umbela aberta botão médio que ficou 7 dias em meio de indução MI1.
Figura 18 – Análise cromossômica da planta regenerada 2479 mostrando metáfase com
16 cromossomos.
Desde os primeiros trabalhos com ginogênese in vitro em cebola, as análises
cromossômicas eram de fundamental importância para a análise da ploidia das plantas
regeneradas. E, surpreendentemente, foram detectadas várias ploidias diferentes.
CAMPION et al. (1992) obtiveram plantas haplóides (n), diplóides ou duplo-haplóides
(2n), e tetraplóides (4n). BOHANEC et al. (1995) e JAKŠE et al. (1996) obtiveram
plantas haplóides (n), diplóides ou duplo-haplóides (2n) mosaicos (n+2n) e triplóides
(3n). GEOFFRIAU et al. (1997); ALAN et al. (2003) e ALAN et al. (2004) obtiveram
plantas haplóides (n), diplóides ou duplo-haplóides (2n) mosaicos (n+2n) e tetraplóides
(4n). Em nosso trabalho foram encontradas apenas plantas 2n (diplóides ou duplo-
haplóides) e mosaicos (n+2n) (Tabela 14).
Isto mostra que a ploidia em plantas ginogênicas originadas in vitro é bastante
variada, em nosso trabalho várias plantas foram mixoplóides (n+2n), talvez porque estas
plantas foram analisadas quando ainda estavam in vitro e a ploidia poderia não estar
bem estabelecida ainda. De acordo com JAKŠE et al. (2003), há maior probabilidade de
a ploidia ser estabelecida em casa de vegetação.
Outro fator importante é o potencial para duplicação espontânea de plantas
haplóides regeneradas. GEOFFRIAU et al. (1997) obtiveram dentre os regenerantes
82
13% de diplóides espontâneos. ALAN et al. (2004) observaram que 15% dos
regenerantes eram duplo-haplóides espontâneos.
Para se ter certeza da origem (somática ou duplicação espontânea) das plantas 2n
(diplóides ou duplo-haplóides) observadas nesta análise cromossômica, foi realizada a
análise isoenzimática.
4.2.3 Análise com isoenzimas
Para a análise isoenzimática foram testadas apenas duas plantas, pois somente
estas tinham condições de serem analisadas pela metodologia adotada, devido a maior
quantidade de folhas e vigor apresentados:
Planta 1: genótipo 2510, regenerada a partir de botão pequeno (0,012 g e/ou ≥
3mm) retirado de umbela fechada, inoculado em meio de indução MI1 e após 45 dias
(controle), transferido para meio de cultura (MI2) sem fitorregulador e suplementado
com 30 g.L
-1
sacarose. Na análise cromossômica (da planta ainda in vitro) não foi
possível determinar o número de cromossomos, pois o tecido estava muito velho e não
foram encontradas divisões celulares em metáfase. Ao ser realizado o teste
isoenzimático, esta planta já estava aclimatada em vaso e em casa de vegetação (Figura
19). Ela foi testada com 10 amostras de bulbos de indivíduos de AF3030 (S3C6S1F3) -
é o mesmo que AF2510 (S3C6S1F2), mas com uma geração a mais colhida em bulk -
que funcionaram como padrão quanto ao caráter heterozigose. Após a poda para análise
a planta sobreviveu, pois possuía grande quantidade de folhas.
Figura 19 – Genótipo 2510, planta regenerada a partir de botão floral, aclimatada em
vaso, mantida em casa de vegetação.
83
Planta 2: genótipo 2753, regenerada a partir de botão grande (0,018 g e/ou
≥
5mm) retirado de umbela fechada, inoculado em meio de indução MI1 continuamente.
Na análise cromossômica não foi possível determinar o número de cromossomos, pois o
tecido estava muito velho e não foram encontradas divisões celulares em metáfase.
Quando analisada foi retirada uma folha da planta ainda in vitro, pois tinha vários
brotos. Esta planta foi testada com 10 amostras de folhas de indivíduos AF2948 (C1) - é
o mesmo que AF2753 (C0) apenas com uma geração a mais colhida em bulk - que
funcionaram como padrão quanto ao caráter heterozigose. Alguns brotos que foram
aclimatados não sobreviveram durante esta tentativa e após a poda para análise
isoenzimática a planta necrosou por contaminação devido à alta manipulação.
A análise isoenzimática nos permitiu constatar que as duas plantas eram
heterozigotas, portanto provindas de tecido somático/materno, apresentando em dois
(EST e GOT) dos quatro (MDH, G
6
PD, EST e GOT) sistemas enzimáticos testados 2
alelos diferentes para um mesmo lócus, o que foi o suficiente para esta conclusão
(Figura 20). O genótipo das plantas analisadas, o tipo de explante, os dias em meio de
indução e o resultado da análise isoenzimática podem ser vistos na tabela 15.
Tabela 15 – Resultado da análise isoenzimática para as duas plantas regeneradas a
partir de botões florais que foram analisadas, tipos de explantes, dias em meio de
indução e genótipos.
Genótipos Explantes Dias de Indução Análise Isoenzima
2753
Umbela fechada
botão grande
contínuo heterozigota
2510
Umbela fechada
botão pequeno
controle
heterozigota
84
Figura 20 – Análise isoenzimática. Planta 1 - genótipo 2510, regenerada a partir de
botão floral; Planta 2 - genótipo 2753, regenerada a partir de botão floral. a) e c) sistema
isoenzimático EST; b) e d) sistema isoenzimático GOT. Os círculos indicam as bandas
das plantas regeneradas testadas mostrando os 2 alelos diferentes para um mesmo lócus.
Assim como BOHANEC et al. (1995), observamos que o método de marcadores
isoenzimáticos permite usar alelos fáceis de distinguir e que as bandas não sobrepõem
com aquelas de outro lócus. Dessa forma, é possível determinar com certeza se as
plantas regeneradas via ginogênese in vitro de cebola são homozigotas ou heterozigotas.
BOHANEC & JAKŠE (1999) analisaram as plantas diplóides regeneradas através de
ginogênese em cebola com isoenzimas, que revelaram 88,2% de homozigotos. Em
nosso estudo, ao contrário, as duas plantas analisadas eram heterozigotas, ou seja,
diplóides (tecido somático/materno) e não duplo-haplóides espontâneas. Porém, como
as plantas fracas não sobreviveram para serem analisadas, não sabemos se elas teriam
sido haplóides.
4.2.4 Cultura de óvulos
Como os resultados obtidos com os experimentos de botões florais não foram
tão positivos, decidiu-se testar experimentos com óvulos, com os quais a probabilidade
de se obter uma planta haplóide (n) é maior.
Foram inoculados, num período de quase dois meses (01/08/08 a 26/09/08),
9774 óvulos de 10 genótipos diferentes. Destes, 9414 óvulos não contaminaram, ou
seja, a taxa de contaminação foi baixa (3,65%) comparada com botões florais cuja taxa
a
b
a
b
c
d
c
d
Planta 1:
genótipo 2510
Planta 2:
genótipo 2753
85
de contaminação foi de 41,27%. Na figura 21 pode-se observar óvulos do genótipo 2753
inoculados no meio de indução D (idem ao meio A, sem carvão ativado e sem ágar -
meio líquido) com 20 dias de inoculação.
Figura 21 - Óvulos de cebola em meio de cultura líquida (meio D) do genótipo 2753
com 20 dias de inoculação.
Na tabela 16 pode-se observar o número absoluto de óvulos (explantes)
inoculados, juntando-se os meios (a-i) utilizados, para cada genótipo e para cada
variação de tamanho de botões florais (grandes, médios e pequenos).
Tabela 16 – Número de óvulos (explantes) viáveis (sem contaminação), juntando-se os
meios utilizados, para cada genótipo e tamanho de botão floral.
Genótipo
Botão
grande
Botão
médio
Botão
pequeno
Total
2592 438 288 432 1158
2895-15 576 672 528 1776
2783 223 296 344 863
2546 384 384 336 1104
2831-1 288 384 336 1008
2675 288 336 288 912
1824 240 288 336 864
2856 192 192 192 576
2831-4 192 192 192 576
2840 192 192 192 576
86
Assim como para o experimento utilizando botões florais, e também de acordo
com a literatura (CAMPION et al., 1992; JAKŠE et al., 1996; GEOFFRIAU et al.,
1997; MICHALIK et al., 2000 e GEOFFRIAU et al., 2006), observamos alta
dependência de genótipos quanto à regeneração. Nas tabelas 17 a 19, encontram-se os
genótipos, a quantidade de óvulos inoculados viáveis em cada meio testado (A, B, C, D,
E, F, G, H, I) na presença (16hs luz e 8hs escuro) e/ou na ausência total de luz, a
quantidade de calos, a quantidade de óvulos que regeneraram plantas a partir da
formação prévia de calos (embriogênese indireta) ou que apresentaram embriões
diretamente (Figura 22, 23 e 24).
Figura 22 – Planta de cebola desenvolvida diretamente de um embrião de óvulo
inoculado em meio A, isolado de uma umbela aberta, botão grande, genótipo 2592.
Figura 23 - Calos organogênicos com setores verdes e gemas incipientes (setas) e
plantas regeneradas a partir de cultura de óvulos isolados (frascos à direita) de cebola.
Figura 24
- Detalhes de plantas regeneradas (embriogênese direta) a partir de células do
saco embrionário de óvulos de cebola, sem a passagem por calos.
87
Tabela 17 – Quantidade de óvulos viáveis inoculados em cada meio (A e B), na
presença e na ausência total de luz, para cada genótipo, quantidade de calos,
regenerações via calos (embriogênese indireta) e embriões diretos obtidos.
Genótipo Meio
Óvulos
viáveis
Calos
Regenerações
de calos
Embriões
diretos
2592 A-escuro 1158
192
-
2
2892-15 A-escuro 1440
120
- -
2892-15
A-luz 96
-
- -
2892-15
B-escuro 96
6
- -
2892-15
B-luz 144
-
- -
2546 A-escuro 144
22 -
-
2546 A-luz 144
15 -
-
2546 B-escuro 192
1
2
-
2546
B-luz 144
-
- -
2831-1 A-escuro 288
18
-
1
2831
A-luz 288
57
- -
2831
B-escuro 144
7
- -
2831
B-luz 144
-
1
-
2675 A-escuro 192
20
- -
2675
A-luz 144
7
- -
2675
B-escuro 192
4
- -
2675
B-luz 144
-
- -
1824 A-escuro 144
16
- -
1824
A-luz 144
76
- -
1824
B-escuro 192
-
- -
1824
B-luz 192
-
- -
2840 A-escuro 144 - - -
2840
B-escuro 144 - - -
2831-4 A-escuro 144
15
- -
2831-4
B-escuro 144
-
- -
2856 A-escuro 144
55
- -
2856
B-escuro 144
9
- -
Luz: presença (16hs luz e 8hs escuro); escuro: ausência total de luz. MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-
D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado;
MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado.
88
Tabela 18 – Quantidade de óvulos viáveis inoculados em cada meio (C. D e E), na
presença e na ausência total de luz, para cada genótipo; quantidade de calos,
regenerações via calos (embriogênese indireta) e embriões diretos obtidos.
Genótipo Meio
Óvulos
viáveis
Calos
Regenerações
de calos
Embriões
diretos
2753 C-escuro 150
-
- -
2753
C-luz 150
-
- -
2753
D-escuro 150
6
2 2
2753
D-luz 150
-
- -
2753
E-escuro 144
83
- -
2753
E-luz 120
-
- -
2546
E-escuro 288
31
- -
2546
E-luz 192
60
- -
Luz: presença (16hs luz e 8hs escuro); escuro: ausência total de luz. MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-
D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado;
MEIO C: idem ao meio A, com 5g.L
-1
de carvão ativado e sem ágar (meio líquido); MEIO D: idem ao
meio A, mas sem carvão ativado e sem ágar (meio líquido); MEIO E:idem ao A, com 5 g.L
-1
de carvão
ativado ao invés de 2 g.L
-1
.
89
Tabela 19 – Quantidade de óvulos viáveis inoculados em cada meio (F, G, H e I), na
ausência total de luz, para cada genótipo; quantidade de calos, regenerações via calos
(embriogênese indireta) e embriões diretos obtidos.
Genótipo Meio
Óvulos
viáveis
Calos
Regenerações
de calos
Embriões
diretos
2831
F-escuro 48
-
- -
2831
G-escuro 96
6
- -
2675
F-escuro 144
-
- -
2675
G-escuro 96
13
- -
1824
F-escuro 96
-
- -
1824 G-escuro 96
20
- -
2840
H-escuro 144
-
- -
2840
I-escuro 144
7
- -
2831-4
H-escuro 144
-
- -
2831-4
I-escuro 144
65
- -
2856
H-escuro 144
10
- -
2856
I-escuro 144
50
- -
Escuro: ausência total de luz. MEIO F: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75
g.L
-1
de sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro de vitaminas (10ml de tiamina HCl, 1ml de piridoxina HCl
e 1ml de ácido nicotínico); MEIO G: idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO H: idem ao
F, contendo 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
; MEIO I: idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão
ativado e 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
.
Neste experimento, utilizando óvulos, foi possível obter um total de 10 plantas
regeneradas ou 0,106%. No experimento utilizando botões florais, se transformarmos a
porcentagem de regeneração levando em consideração que cada botão floral possui 6
óvulos, a taxa seria de 0,142%. Assim como na literatura (BOHANEC et al., 1995;
GEOFFRIAU et al., 1997; MICHALIK et al., 2000), nossa porcentagem de regeneração
não foi alta.
Nas tabelas 17 a 19, observa-se que os meios regenerativos (embriogênese direta
e indireta) foram A, B e D, (MEIO A: B-5 modificado com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0
mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão
ativado; MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado; MEIO D: idem ao meio A, mas
sem carvão ativado e sem ágar - meio líquido) e que neste experimento utilizando
90
óvulos, a alta quantidade de calos formados (991 ou 10,52%), nos leva a crer que a
porcentagem de regeneração pode aumentar. Além disso, os calos provindos de óvulos
têm maior chance de formar plantas haplóides do que as plantas regeneradas de botões
florais, porque nos óvulos apenas o nucelo e integumantos têm tecido materno (2n). Já
os botões florais possuem muito mais tecidos não haplóides (maternos ou somáticos -
2n), como os nectários, as sépalas, ovários, etc, de onde poderiam provir calos que não
formariam plantas haplóides.
No tratamento testando-se o meio C (idem ao meio A, com 5g.L
-1
de carvão
ativado e sem ágar - meio líquido na presença 16/hs e na ausência total de luz) não foi
possível fazer avaliações, análises de notas de crescimento de óvulos e escala de cor,
pois por ser meio líquido e conter grande quantidade de carvão ativado (5 g.L
-1
), os
óvulos não eram visíveis. Também não foram observadas regenerações, nem formação
de calos ou embriões para óvulos neste meio.
Para os tratamentos utilizando os meios F e G, (MEIO F: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de
2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro
de vitaminas; MEIO G: idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado) não foram
feitos histogramas nem análise estatística, pela baixa repetibilidade obtida nos
experimentos que contaminaram. Na tabela 19, comparando-se os meios F e G observa-
se que os genótipos testados apenas no meio G produziram calos, provavelmente pela
presença de carvão ativado que impediu a oxidação dos óvulos, já que os óvulos dos
genótipos inoculados em meio F (sem carvão ativado) oxidaram.
Para os demais tratamentos, foram feitos histogramas para a variável
crescimento de óvulos, de acordo com os meios em que foram inoculados (A, B, D, E,
H e I), tamanho de botões (G, M e P) e presença ou ausência total de luz (L e E). Esta
variável não demonstrou muitas diferenças, sendo praticamente equivalente para cada
genótipo, como se pode ver nas figuras 25 a 28. Destacamos o baixo valor de CV,
mostrando que as diferenças estatísticas foram devido principalmente às variáveis
testadas.
91
Figura 25 - Histogramas para a variável crescimento de óvulos, no meio de cultura A
(B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8
g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado), tamanhos de botões (grandes, médios,
pequenos) na ausência total de luminosidade para os genótipos 2592 e 2892-15.
Figura 26 - Histogramas para a variável crescimento de óvulos, nos meios de cultura
(MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de
sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO B: idem ao meio A sem
carvão ativado), tamanhos de botões (grandes, médios, pequenos) e presença (16hs luz,
8hs escuro) ou ausência total de luminosidade para os genótipos 2831-1; 1824 e 2546.
2.6
2.7
2.5
2.3
2.5
2.4
2.8
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P A B L E
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2.7
2.7
2.8
2.6
2.9
2.8
2.7
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P A B L E
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2831
-
1
2.8
2.6
2.6
2.4
2.7
2.8
2.5
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P A B L E
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2546
1824
a
a
a
a
a
a
a
a
b
b
a
a
b
a
a
a
a
a
a
a
a
a
CV%= 1,4
CV%= 1,3
CV%= 7,1
2.45
2.67
2.24
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2.18
2.09
2.80
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2592 Meio A
2892
-
15 Meio A
bc
c
a
b
a
a
CV%=13,7
CV%=37,1
92
Figura 27 – Histogramas para a variável crescimento de óvulos, para tamanhos de
botões (grandes, médios, pequenos), presença (16hs luz, 8hs escuro) ou ausência total
de luminosidade para o genótipo 2546 no MEIO E (idem ao A, com 5 g.L
-1
de carvão
ativado ao invés de 2 g.L
-1
) e genótipo 2753 no MEIO D (idem ao meio A, mas sem
carvão ativado e sem ágar - meio líquido).
Figura 28 - Histogramas para a variável crescimento de óvulos nos meios de cultura
MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de
sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO B: idem ao meio A sem
carvão ativado. MEIO F: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo
75 g.L
-1
de sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro de vitaminas (10ml de tiamina HCl,
1ml de piridoxina HCl e 1ml de ácido nicotínico); MEIO H: idem ao F, contendo 100
g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
; MEIO I: idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão
ativado e 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
tamanhos de botões (grandes,
médios, pequenos), na ausência total de luminosidade para os genótipos 2831-4; 2856 e
2840.
3.3
3.2
2.8
2.5
3.6
3.7
2.7
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P A B H I
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
3.1
3.0
2.9
2.6
3.3
3.4
2.6
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P A B H I
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2831
-
4
2856
b
a
a
a
b
a
a
b
a
a
a
b
a
b
CV%= 2,8
CV%= 2,1
3.3
2.9
2.5
1.3
4.8
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P L E
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2753
2.2
2.2
2.1
2.3
2
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P L E
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2
546
a
a
a
a
a
a
ab
b
a
b
CV%= 1,9
CV%= 1,9
Meio
E
Meio
D
2.60
2.63
2.55
2.17
3.00
3.07
4.00
0.0
1.0
2.0
3.0
4.0
G M P A B H I
Tamanho (Notas 1 - 4)
Tamanho Médio de Óvulos
2840
a
a
a
b
a
b
c
CV%=6,1
93
Através dos histogramas das figuras 25 a 28, nota-se que para a variável
crescimento de óvulos, os tamanhos de botões (G, M, P) apresentaram comportamento
de forma oscilante, ora dependendo do genótipo e meio de cultura testados, ora não
mostrando diferença estatística. O mesmo ocorreu com a presença (16hs luz, 8hs
escuro) e ausência total de luz (L e E), quando testadas num mesmo tratamento. E
também para o tratamento testando-se os meios A e B (MEIO A: B-5 modificado com
2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de
ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado) (Figura
26), onde os genótipos 2831-1 e 2546 não apresentaram diferença estatística e para o
genótipo 1824 o meio B e o tamanho grande de botão apresentaram maior tamanho de
óvulos.
Nas figuras 27 e 28, observa-se diferença estatística entre os meios B, D e H,
(MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado; MEIO D: idem ao meio A, mas sem
carvão ativado e sem ágar - meio líquido; MEIO H: idem ao F, contendo 100 g.L
-1
de
sacarose ao invés de 75 g.L
-1
), que não possuem carvão ativado, e os meios A, E e I
(MEIO A: B-5 modificado com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75
g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO E: idem ao A,
com 5 g.L
-1
de carvão ativado ao invés de 2 g.L
-1
; MEIO I: idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado e 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
), com carvão ativado. O
carvão ativado adsorve os hormônios, a sacarose e outros componentes do meio de
cultura (EBERT et al., 1993; PAN & VAN STADEN, 1998). Talvez por isso, os óvulos
cresceram mais nestes meios, porém nos meios sem carvão ativado os óvulos oxidaram
e formaram poucos calos, como pode ser visto na tabela 17.
MUSIAL et al. (2005) fizeram cortes histológicos dos diferentes tamanhos de
botões (grandes, médios e pequenos) inoculados in vitro para ginogênese em cebola, em
diferentes tempos, para observar o desenvolvimento dos sacos embrionários em cada
um dos estádios de desenvolvimento. Observaram que os óvulos inoculados in vitro
continuam se desenvolvendo, pois no momento da inoculação, cada tamanho de botão
estava em um diferente estádio de desenvolvimento, por exemplo: botões grandes
possuíam em sua maioria sacos embrionários maduros e botões pequenos continham
ainda a célula-mãe (megásporo). Conforme o tempo de cultura passava, estes estádios
iam se desenvolvendo e aos 12 dias de cultura existiam mais sacos embrionários
maduros nos botões pequenos que nos botões grandes. Portanto, quanto mais tempo
estes óvulos ficarem em meio de cultura, maior a chance de formar embriões. Porém,
94
mais estudos são necessários para se dizer com certeza de qual tamanho de botão os
óvulos devem ser inoculados.
Também foram feitos histogramas para a variável porcentagem de calos, de
acordo com os meios em que foram inoculados (A, B, D, E, H e I), tamanho de botões
(G, M e P) e presença (16hs luz, 8hs escuro) ou ausência total de luz (L e E). Esta
variável apresentou muitas diferenças estatísticas, principalmente em relação ao meio
em que foram inoculados os óvulos. Novamente observa-se forte dependência de
genótipo e interação meio de cultura x genótipo (Figuras 29 a 32).
Figura 29 - Histogramas para a variável porcentagem de calos em cebola, para o meio
A (B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose;
5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado), diferentes tamanho de botões (Grande,
Médio, Pequeno), na ausência total de luz para os genótipos 2592 e 2892-15.
12.8
7.8
6.2
0
10
20
30
40
50
G M P
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
2592 Meio A
a
c
bc
CV%=73,6
3.2
7.6
16.9
0.0
10.0
20.0
30.0
40.0
50.0
G M P
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
2892
-
15 Meio A
a
a
a
CV%=43,4
95
Figura 30 - Histogramas para a variável porcentagem de calos em cebola, meios em
que os óvulos foram inoculados (MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de
6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado;
MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado), diferentes tamanho de botões (G, M, P)
e presença (16hs luz, 8hs escuro) ou ausência total de luz (L e E) para os genótipos
2831-1; 1824 e 2546.
12.0
19.3
13.2
26.9
2.8
25.8
3.9
0.0
10.0
20.0
30.0
G M P A B L E
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
a
a
a
a
b
b
a
2831-1
23.4
10.9
13.5
0.0
5.6 5.6
26.4
0.0
10.0
20.0
30.0
G M P A B L E
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
1824
a
b
b
a
b
a
b
2.2
11.1
9.3
14.8
8.5
6.2
8.9
0.0
10.0
20.0
30.0
G M P A B L E
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
2546
a
a
a
a
b
a
b
CV%=12,7
CV%=45,1
CV%=14,0
96
Figura 31 - Histogramas para a variável porcentagem de calos em cebola, diferentes
tamanho de botões (G, M, P), presença (16hs luz, 8hs escuro) ou ausência total de
luminosidade para o genótipo 2753 no MEIO D (idem ao meio A, mas sem carvão
ativado e sem ágar - meio líquido) e genótipo 2546 no MEIO E (idem ao A, com 5 g.L
-1
de carvão ativado ao invés de 2 g.L
-1
).
7.1
2.0
0.0
1.3
4.8
0.0
10.0
20.0
30.0
40.0
50.0
G M P L E
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
2753
Meio D
a
a
a
a
a
14.2
11.4
45.3
29.9
17.4
0.0
10.0
20.0
30.0
40.0
50.0
G M P L E
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
Meio E
2546
a
a
a
b
a
CV%=24,0
CV%=49,5
97
Figura 32 - Histogramas para a variável porcentagem de calos em cebola, meios em
que os óvulos foram inoculados MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de
6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado;
MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado. MEIO F: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e
4,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro de
vitaminas (10ml de tiamina HCl, 1ml de piridoxina HCl e 1ml de ácido nicotínico);
MEIO H: idem ao F, contendo 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
; MEIO I: idem
ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado e 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
tamanhos de botões (grandes, médios, pequenos), diferentes tamanho de botões (G, M,
P) na ausência total de luz para os genótipos 2831-4; 2856 e 2840.
16.8
20.7
30.0
12.4
0.0 0.0
77.5
0.0
10.0
20.0
30.0
40.0
50.0
60.0
70.0
80.0
G M P A B H I
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
2831-4
27.8
28.9
49.7
61.1
14.6
12.3
53.8
0.0
10.0
20.0
30.0
40.0
50.0
60.0
70.0
80.0
G M P A B H I
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
2856
a
a
b
a
a
b
a
a
a
a
b
a
b
a
CV%=18,9
CV%=6,4
0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0 0.0
17.1
0.0
10.0
20.0
30.0
40.0
50.0
GA GB GH GI MA MB MH MI PA PB PH PI
Frequencia de Calos (%)
Frequencia média de Calos (%)
2840
98
Na figura 29, observa-se, novamente, que no meio A (B-5 modificado com 2,0
mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar
e 2 g.L
-1
de carvão ativado) e na ausência total de luz o genótipo 2892-15 não apresenta
diferença estatística para tamanho de botões, já para o genótipo 2592 o botão grande
apresenta maior taxa de calos (12,8%).
Os meios de cultura A e B (MEIO A: B-5 modificado com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e
2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão
ativado; MEIO B: idem ao meio A sem carvão ativado), que foram os mais utilizados,
mostraram respostas variáveis dependendo dos genótipos testados. Por exemplo, na
figura 30, o genótipo 1824 foi mais responsivo, para % de calos, no meio B e os
genótipos 2831-1 e 2546, mais responsivos no meio A.
Na figura 31 as variações testadas no meio D (idem ao meio A, mas sem carvão
ativado e sem ágar - meio líquido) mostraram baixa porcentagem de calos para o
genótipo 2753, provavelmente, por ser um meio sem carvão ativado, onde os óvulos
oxidaram. Já o meio E (idem ao A, com 5 g.L
-1
de carvão ativado ao invés de 2 g.L
-1
)
apresentou melhores resultados de taxa de calogênese para o genótipo 2546,
principalmente para botão pequeno.
Pode-se notar (Figura 32), que em geral os meios A e I (MEIO A: B-5 modificado com
2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de
ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO I:idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado
e 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
), presença de carvão ativado, foram os
melhores para taxa ou frequência de formação de calos, independentemente do tamanho
de botões.
As variáveis tamanho de botões (Grande, Médio e Pequeno) e presença (16hs luz
e 8hs escuro) ou ausência total de luz (L e E), apresentaram diferenças estatísticas
oscilantes extremamente dependentes dos genótipos e meios testados (Figuras 29 a 32).
PEREIRA et al. (2008) observaram que o carvão ativado reduziu a oxidação dos
explantes de pimenta, melhorando o vigor das plantas, pois a adsorção de nutrientes
gradativamente liberados para o explante favoreceu o desenvolvimento da cultura.
ASHBURNER et al. (1993) controlaram a oxidação por fenóis da cultura de embriões
de coco in vitro, suplementando o meio com 0,2% de carvão ativado.
Segundo LERCH (1981) a oxidação fenólica é um dos sérios problemas que
podem dificultar o estabelecimento no cultivo
in vitro. A liberação de compostos
99
fenólicos ocorre devido ao dano causado nas células durante a excisão dos explantes.
Algumas enzimas oxidam os fenóis formando quinonas; estas são responsáveis pela
coloração marrom nas culturas, além de causarem a inibição do crescimento e morte dos
explantes (MONACO et al., 1977).
Da mesma forma, em nosso trabalho, observamos que os meios A e I (com
carvão ativado) obtiveram maior formação de calos (Figuras 29 a 32) provavelmente
pela diminuição da oxidação dos óvulos, que com isso puderam ter melhor
desenvolvimento. Além disso, foi observado através da avaliação da coloração dos
óvulos que o escurecimento dos óvulos que ficaram marrons (oxidados) só ocorreu nos
meios de cultura sem a presença do carvão ativado B, D, F e H (MEIO B: idem ao meio
A sem carvão ativado; MEIO D: idem ao meio A, mas sem carvão ativado e sem ágar -
meio líquido; MEIO F: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75
g.L
-1
de sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro de vitaminas; MEIO H: idem ao F,
contendo 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
).
De acordo com GEORGE (1996) o carvão ativado também possui propriedades
de adsorver e reduzir a disponibilidade exógena no meio de cultura e induzir o processo
de rizogênese. PAN & VAN STADEN (1998) disseram que hormônios têm grande
adsorção pelo carvão ativado. E EBERT et al. (1993) observaram decréscimo de 6-BA e
2,4-D com adição de carvão ativado ao meio. Por isso, resolvemos testar os meios F, G,
H e I (MEIO F: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose, 5,8 g.L
-1
de ágar, e o dobro de vitaminas; MEIO G: idem ao meio F, com 2
g.L
-1
de carvão ativado) MEIO H: idem ao F, contendo 100 g.L
-1
de sacarose ao invés
de 75 g.L
-1
; MEIO I:idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão ativado e 100 g.L
-1
de
sacarose ao invés de 75 g.L
-1
) com concentrações em dobro dos fitorreguladores e
vitaminas e que mostraram melhores taxas de formação de calos (Tabela 19 e Figura
32).
Segundo DAVIES (1972) a atividade de enzimas no que diz respeito à
biossíntese de fenóis, é aumentada pela luz. PAN & VAN STADEN (1998) também
observaram um interessante efeito secundário do carvão ativado que é o escurecimento
do meio. Como a luz aumenta a atividade de enzimas associadas à oxidação de fenóis, o
escurecimento do meio pelo carvão diminui ainda mais a oxidação.
FRIDBORG et al. (1978) encontraram diferenças em cultura de Allium em meio
com e sem carvão ativado. Segundo os autores, o meio sem carvão contém compostos
fenólicos e outros metabólitos que inibem a embriogênese e morfogênese. Como
100
podemos observar nas figuras 29 a 32, os meios com carvão A, E, e I (MEIO A: B-5
modificado com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de
sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2 g.L
-1
de carvão ativado; MEIO E idem ao A, com 5 g.L
-1
de carvão ativado ao invés de 2 g.L
-1
; MEIO I:idem ao meio F, com 2 g.L
-1
de carvão
ativado e 100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
) produzem maiores taxas de calos
para a maioria dos genótipos. Além disso, SCHLOUPT (1994) observou que carvão
ativado diminui a hiper-hidricidade em brotos de cebola, o que diminuiria o efeito
causado pela grande quantidade de sacarose e 6-BA (IVANOVA et al., 2006) utilizados
por longo tempo para indução de calos e embriões em nossos experimentos.
101
4.3 Micropropagação e Bulbificação In Vitro de Cebola
4.3.1 Micropropagação in vitro
A seguir (Tabela 20) são apresentados os resultados das desinfestações testadas
para cada genótipo.
Tabela 20 - Resultado de explantes inoculados e contaminados em cada meio de cultura
(MS1, MS2 e MS3), para cada genótipo, tipo de explante e desinfecção testadas.
Genótipo
Desinfecção
Explante
MS1 Cont. MS2 Cont. MS3 Cont.
1824 1 A 1 (+) 1 (+) 1 (+)
1824 1 B 4 (-) 4 (+) 4 (+)
2882 2 A 1 (+) 1 (+) 1 (+)
2882 2 B 4 (+) 4 (+) 4 (+)
2696 2 A 1 (+) 1 (+) 1 (+)
2696 2 B 4 (+) 4 (+) 4 (+)
2882 3 A 2 (+) 2 1(+) 2 (+)
2882 3 B 8 (+) 8 4(+) 8 4(+)
1824 3 A 2 (+) 2 (+) 2 1(+)
1824 3 B 8 (+) 8 (+) 8 (+)
2696 3 A 2 (+) 2 (+) 2 1(+)
2696 3 B 8 (+) 8 (+) 8 (+)
2698 3 A 2 1(+) 2 (+) 2 (+)
2698 3 B 8 (+) 8 (+) 8 (+)
2778 3 A 2 1(+) 2 1(+) 2 (+)
2778 3 B 8 4(+) 8 (+) 8 4(+)
2698 4 A 1 (+) 1 (+) 1 (+)
2698 4 B 4 (+) 4 (+) 8 (+)
2778 4 A 1 (+) 1 (+) 1 (+)
2778 4 B 4 (+) 8 (+) 4 (+)
Cont.= contaminação
.
Para a presença de contaminantes com fungos, bactérias ou leveduras (+) e
ausência (-). Desinfecções de 1 a 4, e meios de cultura MS1, MS2, MS3 vide material e métodos
(3.3.1).
102
Resumo dos resultados de contaminação dos explantes por genótipo: Genótipo
1824, desinfecção 1, contaminação de 73,3%; desinfecção 3, contaminação de 96,6%.
Genótipo 2696, desinfecções 2 e 3, contaminação de 100,0%. Genótipo 2882
desinfecção 2, contaminação de 100%; desinfecção 3, contaminação de 80,0%.
Genótipo 2778 desinfecção 3, contaminação de 66,6%; desinfecção 4, contaminação de
100,0%. Genótipo 2698 desinfecção 3, contaminação de 96,6%; desinfecção 4,
contaminação de 100,0%.
Na figura 33, podem ser vistos segmentos dos discos basais inoculados em meio de
cultura com início de desenvolvimento.
Figura 33 - Explantes de discos basais inoculados em meio de cultura com início de
desenvolvimento do genótipo 2778. a) e b) explante B em meio MS1; c) explante A em
meio MS3 e d) explante A em meio MS2.
b a
c d
103
Para os bulbinhos, conforme salientado, foi utilizado apenas um explante (C)
devido ao reduzido tamanho do disco basal dos mesmos (0,125 cm
3
). As desinfestações
testadas para cada genótipo encontram-se na tabela 21.
Tabela 21 - Resultado de explantes inoculados e contaminados em cada meio de cultura
(MSa, MSb; MSc; MSd; MSe; e MSf), para cada genótipo e desinfecção testadas.
G D
a C b C c C d C e C f C
g C h C i C
2690 5
5 5 4 4 4 4 4 4 4 3 4 4
- - - - - -
2483 6
5 - 5 1 5 3 4 3 4 2 4 1
- - - - - -
2954 7
5 1 5 2 5 2 5 2 4 2 4 1
- - - - - -
2917 8
5 5 4 4 4 4
- - - - - -
4 4 4 4 4 4
2948 8
3 3 5 5 4 4
- - - - - -
5 5 4 3 4 4
G = genótipo; D = desinfecção; C = contaminação; a = MSa; b = MSb; c = MSc; d = MSd; e = MSe; f =
MSf; g = MSg; h = MSh; i = MSi. Desinfecções de 5 a 8, e meios de cultura, vide material e métodos
(3.3.1).
Resumo dos resultados de contaminação dos explantes por genótipo: Genótipo
2690 desinfecção 5, contaminação de 96,0%. Genótipo 2483 desinfecção 6,
contaminação de 37,0%. Genótipo 2954 desinfecção 7, contaminação de 35,7%.
Genótipo 2917 desinfecção 8, contaminação de 100,0%. Genótipo 2948 desinfecção 8,
contaminação de 96,0%.
Todos os explantes que não contaminaram regeneraram plantas. Foram
consideradas as melhor desinfecções para bulbos as 1 e 3 (73,3% para 1 e 66,6% para 3,
genótipo 2778) e para bulbinhos as 6 e 7 que obtiveram menor taxa de contaminação
(37% para 6 e 35,7% para 7). A contaminação pode ter tido influência do genótipo, mas
como a taxa de contaminação foi alta e a quantidade de material foi pequena não
podemos afirmar qual foi a real causa da alta contaminação.
104
4.3.2 Bulbificação in vitro
A seguir (Tabela 22) pode-se ver a quantidade de plantas inoculadas em cada
meio e as plantas que bulbificaram para cada genótipo.
Tabela 22 - Quantidade de plantas inoculadas nos meios de bulbificação (MSA, MSB,
MSC, MSD) que bulbificaram para cada genótipo.
Genótipo MSA MSB MSC MSD
1824 - - - 1(+)
2882 - - 1(-)
2698 - 1(-) -
2778 2(-) 1(-) 1(-) 1(-)
2948 - - - 1(-)
2954 6(-) 4(+) 4(+) 4(+)
2483 4(-) 4(+) 4(+) 4(+)
2690 - - - 1(-)
Para presença de bulbificação (+) e ausência (-). Meios de cultura MSA, MSB, MSC, MSD vide material
e métodos (3.3.2).
Para os genótipos de bulbos 2882, 2698, 2778, as plantas inoculadas nos meios
de bulbificação não bulbificaram porque foram contaminadas por bactéria.
Para os genótipos de bulbinhos 2948 e 2690 em meio de bulbificação MSD e
2954 e 2483 em meio de bulbificação MSA, as plantas não bulbificaram porque
contaminaram por bactéria.
Pode-se dizer que, apesar da alta taxa de contaminação (talvez por estas plantas
(bulbos e bulbinhos) serem provindas diretamente da terra), todos os meios testados
para micropropagação in vitro foram bons, pois todos os explantes que não
contaminaram, produziram plantas. Já os meios de bulbificação ficaram com pouca
repetibilidade, mas observou-se que todas as plantas inoculadas que não contaminaram
nos meios de bulbificação, bulbificaram.
105
4.4 Considerações Finais em Ambas Espécies
4.4.1 Micropropagação e bulbificação in vitro de alho
Com este experimento objetivou-se determinar uma dose ideal de citocinina para
o crescimento de ápices caulinares, e posterior bullbificação das plantas obtidas com
aumento da concentração de sacarose.
O experimento com alho, que teve o intuito de testar diferentes concentrações da
citocinina 6-BA para crescimento de ápices caulinares, mostrou que a presença de 6-BA
estimulou o crescimento dos ápices, quando comparada com o controle (MS sem
fitorreguladores e 30 g.L
-1
de sacarose). Mesmo com uma menor taxa de bulbos
chochos na ausência do 6-BA, a presença deste fitorregulador causou aumento da massa
dos bulbinhos.
Para a formação de bulbinho in vitro, o meio MS completo (ver Anexo)
acrescido de 5µM de 6-BA, inicialmente para o crescimento de ápice caulinar, e depois
o aumento da dose de sacarose para 60 g.L
-1
, foi a estratégia que alcançou melhor
resultado em nossos experimentos.
Buscou-se também, testar a combinação de duas citocininas (6-BA e KIN) para
observar se ocorria melhora na taxa de crescimento dos ápices caulinares e posterior
bulbificação. Constatou-se interação altamente significativa entre as citocininas 6-BA x
KIN nas doses estudadas para a variável comprimento de planta. E conclui-se que
podem ser utilizados meios de cultura com combinações das duas citocininas, assim
como o 6-BA isolado para crescimento de ápice caulinar, com valores elevados de
coeficiente de determinação R
2
(coeficiente de determinação).
Depois de identificada a melhor concentração de fitorreguladores para
crescimento de ápices caulinares, desenvolveram-se experimentos para bulbificação das
plantas obtidas. Testando-se elevadas concentrações de sacarose, observou-se que a
massa seca de bulbinho na concentração de 50 g.L
-1
de sacarose foi superior ao controle
(30 g.L
-1
de sacarose), e com razão bulbar ideal. Definiu-se que a melhor concentração
de sacarose no meio de cultura MS completo, após o crescimento do ápice caulinar,
deve ser de 50,0 g.L
-1
por reunir os valores de máxima massa seca de bulbo, razoável
massa fresca, razão bulbar ideal, além de níveis razoavelmente baixos de chochamento
após a cura de 40 dias em condições ambientais. Este experimento indicou que, apesar
da formação dos bulbos, estes não entravam em senescência, provavelmente pelo
constante fornecimento de nutrientes.
106
Com isso, se decidiu testar meios de cultura com diferentes concentrações de
MS (MS completo e ½MS), sacarose (60,0 e 70,0g.L
-1
) e nitrogênio (ausência e
presença). A variável nota de estado fisiológico de seca de folhas durante a fase final de
bulbificação foi a que melhor diferenciou os meios de cultura. Em geral, as
combinações de MS e nitrogênio não mostraram efeito quando na concentração de 30
g.L
-1
de sacarose para aumento de massa de bulbinho e redução de notas de folha.
Concluiu-se que para aumento de massa de bulbinho simultaneamente com a
senescência de folhas, durante o processo de bulbificação in vitro, deve-se aumentar a
concentração de sacarose, fornecer nutrientes pelo MS, mas retirar os compostos
nitrogenados.
4.4.2 Ginogênese in vitro de cebola
Os experimentos de ginogênese in vitro de cebola foram conduzidos em parceria
com a Empresa SAKATA. Inicialmente foram testados como explantes botões florais
de acordo com a literatura. No primeiro experimento foram observadas alta taxa de
contaminação e hiper-hidricidade dos botões florais, além de taxa de regeneração
altamente dependente do genótipo. Com isso, os botões foram transferidos aos 45 dias
de indução para meio MI2: B-5 sem fitorreguladores, suplementado com 30 g.L
-1
de
sacarose, sem fitorreguladores e com menor concentração de sacarose.
No experimento seguinte, decidiu-se por uma desinfecção mais forte (3% de
hiploclorito de cálcio), com a finalidade de diminuir a taxa de contaminação. Para
diminuir a hiper-hidricidade, testaram-se diferentes períodos de indução (7, 14, 21,
controle e contínuo) no meio de cultura MI1: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, suplementado com de 75 g.L
-1
de sacarose, com base no trabalho de
GEOFFRIAU et al. (2006), que afirmaram que, aos 12 dias, os óvulos já estavam
induzidos para ginogênese. Porém, as taxas de contaminação (41,27%) e de hiper-
hidricidade (até 100,0%) continuaram altas e dependentes de genótipo, assim como a
taxa de regeneração.
Quanto às plantas regeneradas, houve dúvida quanto à fidelidade do material
(haplóide ou tecido somático/materno), pois houve ocorrência de plantas regeneradas de
calos, dos quais não se sabia ao certo a origem (nectários, sépalas, etc). Com as análises
cromossômicas e isoenzimáticas se constatou que as plantas regeneradas testadas eram
diplóides (2n) e heterozigotas (provindas de tecido somático/materno).
107
Devido a isso, resolveu-se, então, fazer experimentos utilizando como explantes
óvulos. Os óvulos possuem o nucelo e integumentos com tecido materno (2n) e a
probabilidade de se obter uma planta haplóide é maior que utilizando botões florais.
Neste experimento se observou baixa taxa de contaminação (3,65%), e alta quantidade
de calos formados (991 ou 10,52%), o que nos leva a crer que a porcentagem de
regeneração (0,106%) ainda pode ser aumentada. Observamos também que óvulos
inoculados no escuro total em meios com presença de carvão ativado não oxidaram,
porém deve-se aumentar as concentrações de fitorreguladores e sacarose, necessários
para se obter resposta ginogênica, que são adsorvidos pelo carvão ativado.
Quanto aos diferentes tamanhos de botões testados, pequenos (0,012 g e/ou
≥ 3
mm), médios (0,014 g e/ou ≥ 4 mm) e grandes (0,018 g e/ou ≥ 5 mm), os testes também
mostraram alta dependência de genótipo e meio de cultura. Como os óvulos destes
botões continuam a se desenvolver, depois de inoculados, acreditamos que o melhor a
ser feito é uma mistura de tamanhos de botões nas placas, até surgirem trabalhos mais
precisos.
Para se ter certeza da origem (tecido somático/materno ou haplóide) das plantas
regeneradas, a análise isoenzimática é um método fácil, rápido e barato, com resultados
precisos, que não dão margem a erros. Os melhores sistemas isoenzimáticos para serem
utilizados em cebola são: EST, GOT, MDH e G
6
PD.
Para se identificar a ploidia destas plantas, a análise cromossômica é o método
mais indicado e deve ser conduzido após a aclimatação das plantas, quando a ploidia já
deve estar estabelecida.
4.4.3 Micropropagação e bulbificação in vitro de cebola
Este experimento foi baseado no trabalho de RODRIGUES (1994) e teve o
intuito de testar a micropropagação utilizando discos basais de cebola e diferentes
concentrações dos fitorreguladores 6-BA e NAA, com posterior bulbificação, testando-
se diferentes concentrações de sacarose. O material vegetal (bulbos e bulbinhos)
utilizado também foi gentilmente fornecido pela empresa SAKATA.
Os resultados obtidos para a bulbificação também poderiam ser utilizados
posteriormente, nas plantas obtidas via ginogênese in vitro, para que essas plantas
fossem bulbificadas e então pudessem ser mantidas e propagadas sem grandes
dificuldades.
108
Porém a quantidade de material recebido foi pequena, e conforme o material
chegava ao laboratório se observava alta contaminação após a desinfecção, para isso
foram feitas várias modificações no protocolo de desinfecção com intuito de minimizar
ao máximo a contaminação. Após se testar 8 diferentes desinfecções, concluiu-se que as
melhores desinfecções para bulbos foram :
Para bulbos:
1) Desinfecção com 2% de hipoclorito de cálcio por 30 minutos e 2 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
) para o genótipo 1824 (bulbo) com 73,3% de
contaminação;
2) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 30 minutos e 3 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
) para o genótipo 2778 (bulbos) com 66,6% de
contaminação;
Para bulbinhos:
3) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 45 minutos e 4 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
) e Oxicloreto de Cobre (2,5 g.L
-1
) para o genótipo
2483 (bulbinho) com 37% de contaminação;
4) Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 45 minutos e 4 horas no
fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
), Oxicloreto de Cobre (2,5g.L
-1
) e antibiótico
Rifampicina (300 ml.L
-1
) para o genótipo 2954 (bulbinho) com 35,7% de contaminação.
Como o experimento ficou com pouca repetibilidade, concluiu-se que todos os
meios testados para micropropagação e bulbificação in vitro foram bons, pois todos os
explantes que não contaminaram, produziram plantas e todas as plantas inoculadas nos
meios de bulbificação que não contaminaram, bulbificaram.
109
5 CONCLUSÕES
5.1 Micropropagação e Bulbificação In Vitro de Alho
a) Para crescimento inicial de ápice caulinar, para posterior formação de bulbinho
in vitro, o meio MS completo acrescido de 5µM de 6-BA é recomendado
inicialmente, seguido do aumento da sacarose;
b) Podem ser utilizados meios de cultura com combinações das duas citocininas (6-
BA e KIN) e também com o 6-BA isolado para crescimento de ápice caulinar,
com valores elevados de coeficiente de determinação R
2
;
c) A melhor concentração de sacarose no meio de cultura após o crescimento do
ápice caulinar deve ser de 50,0 g.L
-1
por reunir os valores de máxima massa seca
de bulbo, razoável massa fresca de bulbo, razão bulbar ideal, além de níveis
razoavelmente baixos de chochamento após a cura de 40 dias em condições
ambientais.
d) Para aumento de massa de bulbinho simultaneamente com a senescência de
folhas, durante o processo de bulbificação in vitro, deve-se aumentar a
concentração de sacarose, fornecer nutrientes pelo MS, mas retirar os compostos
nitrogenados.
5.2 Ginogênese In Vitro de Cebola
a) Devido à baixa contaminação comparada com o experimento utilizando botões
florais (41,65% botões florais; 3,65% óvulos) o uso de óvulos para ginogênese
in vitro de cebola é o mais indicado;
b) Tamanhos de botões florais diferentes (pequenos 0,012 g e/ou ≥ 3 mm, médios
0,014 g e/ou ≥ 4 mm e grandes 0,018 g e/ou ≥ 5 mm), não apresentaram
diferença significativa, por dependerem de genótipo e meio de cultura. Com
isso, deve-se fazer uma mistura de tamanhos de botões;
c) Os óvulos devem ser inoculados em meios com carvão ativado (2 g.L
-1
) e na
ausência total da luz, para diminuir a oxidação;
d) Os meios de cultura indicados são os A e I (MEIO A: B-5 com 2,0 mg.L
-1
de
2,4-D e 2,0 mg.L
-1
de 6-BA, contendo 75 g.L
-1
de sacarose; 5,8 g.L
-1
de ágar e 2
g.L
-1
de carvão ativado; MEIO I: B-5 com 4,0 mg.L
-1
de 2,4-D e 4,0 mg.L
-1
de
6-BA, 5,8 g.L
-1
de ágar, o dobro de vitaminas com 2 g.L
-1
de carvão ativado e
110
100 g.L
-1
de sacarose ao invés de 75 g.L
-1
), que contêm carvão ativado e altas
concentrações de fitorreguladores e sacarose;
e) Para diferenciação de plantas homozigotas (duplo-haplóides espontâneos) de
heterozigotas (tecido somático/materno), pode-se utilizar a análise isoenzimática
com os sistemas isoenzimáticos: EST, GOT, MDH e G
6
PD;
f) Para verificação da ploidia deve-se fazer a análise cromossômica das plantas,
após aclimatação, para que a ploidia das plantas mosaico (n+2n) já esteja
estabelecida.
5.3 Micropropagação e Bulbificação In Vitro de Cebola
a) Foram consideradas como melhores as desinfecções que obtiveram taxa de
contaminação menor que 50% para bulbinhos (37% e 35,7%): Desinfecção com
3% de hipoclorito de cálcio por 45 minutos e 4 horas no fungicida Chlorotalonil
(6 ml.L
-1
) e Oxicloreto de Cobre (2,5 g.L
-1
) para o genótipo 2483 (bulbinho)
com 37% de contaminação; Desinfecção com 3% de hipoclorito de cálcio por 45
minutos e 4 horas no fungicida Chlorotalonil (6 ml.L
-1
), Oxicloreto de Cobre
(2,5g.L
-1
) e antibiótico Rifampicina (300 ml.L
-1
) para o genótipo 2954
(bulbinho) com 35,7% de contaminação;
b) Os meios testados tanto para micropropagação quanto para bulbificação in vitro
foram eficientes, pois todos os explantes que não contaminaram, produziram
plantas e bulbificaram.
111
6 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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culturas econômicas. Boletim Técnico IAC n. 200, Campinas, v. 6, p.175-176, 1998.
TORRES, A. C.; FAJARDO, T. V.; DUSI, A. N.; RESENDE, R. O.; BUSO, J. A.
Shoot tip culture and thermotherapy in recovering vírus free plants of garlic.
Horticultura Brasileira, Brasília. v. 18, n. 3, p. 192-195, novembro, 2000.
TRANI, P.E.; TAVARES, M.; SIQUEIRA, W.J.; BISÃO, L.G.; LISBÃO, R.S. Culturas
do alho – Recomendações para seu cultivo no Estado de São Paulo. Boletim Técnico n.
170 IAC, Campinas, p. 39, 1997.
VAUGHAN, J.G. & GEISSLER, C.A. The new Oxford book of food plants. (eds.).
Oxford University. New York, 1997. 239p.
122
VASCONCELLOS, E.F.C.; SCALOPI, E.J.; KLAR, A. A influência da irrigação e
adubação nitrogenada na precocidade e superbrotamento” da cultura do alho (
Allium
sativum, L.). O Solo, v. 63, n. 2, p. 15-19, 1971.
VAVILOV, N.I. The origin, variation, imunnity and breeding of cultivar ted plants. In:
Onion And Their Allies: Botany, Cultivation and Utilization. (eds.). Leonard Hill
Books. London, 1963. 286p.
VILELA, N.J.; MAKISHIMA, N.; VIEIRA, R.C.M.T.; CAMARGO FILHO, W.P.;
MADAIL, J.C.M.; COSTA, N.D.; BOEING, G.; VIVALDI, L.F.; WERNER, H.
Identificação de sistemas de produção de cebola nos principais Estados produtores:
relatório final de pesquisa - subprojeto 13.2001.865- 07. Brasília: Embrapa Hortaliças,
2002.
WALKEY, D. G. A. & ANTILL, D. N. Agronomic evaluation of virus-free and virus
infected garlic (Allium sativum L.). Journal Hort. Science. v.64. n.1, p. 53-60, 1989.
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Graz, p.76-100, 1971.
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Dioscordes Press, Oregon. 1989.
WHITE, P. R. Potentially unlimited growth of excised plant callus in an artificial
medium. American Journal of Botany, Baltimore, v.26, p. 59-64, 1939.
YURI, J. E.; MOTA, J. H.; SOUZA, R. J.; RESENDE, G. M.; PASQUAL, M.
Vernalização do alho para cultivo in vitro. Horticultura Brasileira. v.22, n. 3, 2004.
ZEVEN, A.C. Landraces: a review of definitions and classifications. Euphytica,
Wageningen, v.104, p.127-139, 1998.
123
7 ANEXOS
7.1 Anexo 1 – Tabelas
Tabela 1 – Material vegetal utilizado nos experiementos in vitro de cebola com as
respectivas características individuais, de interesse ao programa de melhoramento
genético fornecido pela empresa SAKATA SEED SUDAMERICA LTDA.
Material vegetal Descrição das características individuais
AF2592
População oriunda do cruzamento de cebolas Baia
e cebola Argentina. População adaptada ao NE,
com excelente casca e resistência a bulbificação
prematura. Excelente conservação pós-colheita e
adaptação a épocas quentes
AF1824
Variedade de polinização aberta (P.A.) de cebola
Crioula, com excelente retenção de casca e
conseqüente conservação pós-colheita, bastante
adaptada à região Sul e recomendada para cultivos
tardios no Sudeste
AF2753
População de cebola tipo Baia, com boa resistência
a doenças foliares e raiz rosada, com ampla
adaptação no Nordeste
AF2125
F1 de cebola tipo Grano, com bom desempenho na
região sudeste do Brasil
AF2479
Cebola tipo baia, com alta capacidade geral de
combinação.
2477
Linhas de cebola baia, de ciclo intermediário,
selecionada para plantio tardio no Sul do Brasil
2684 Linha derivadas da cebola tipo Grano.
2565
Linha derivada de cruzamento de cebola Baia x
Grano, visando ampliar variabilidade genética de
baia
2752
Linhas derivada de cebola crioula, de ciclo tardio e
com ótima conservação pós-colheita
2510
Linhas de cebola baia, selecionada para região sul
do Brasil. Boa cerosidade de folha e resistência a
doenças foliares
Continua...
124
Continuação...
2135; 2770; 1494 e 2140
Linhas selecionadas para verão em Bragança
Paulista, visando seleção para Nordeste do Brasil.
Boa resistência a bulbificação prematura
2892-15
População oriunda de cruzamento Super Precoce x
Grano
2546
População oriunda do cruzamento entre Super
Precoce x Early Red (cebola roxa)
2831-1; 2675; 2840; 2856; 2696; 2698 e 2831-4 Linhas de cebola tipo Crioula
2778; 2882 e 2690 Linhas de cebola tipo Super Precoce
2948 Cultivar OP de cebola BRISA IPA-12
2483 População de cebola roxa (Early Red)
2954 Linha oriunda de híbrido tipo Grano
2917
Linha oriunda de IPA-10 (variedade OP de cebola
roxa do IPA)
Tabela 2 – Protocolo utilizado para preparo do Gel para análise isoenzimática.
Produto
Quantidade de gel de
corrida
Quantidade de gel de
sobreposição
Acrilamida 2,5ml 0,58ml
Tampão Tris pH 8,8 1,5ml -
Tampão Tris pH 6,8 - 0,36ml
Água 3,92ml 2,0ml
P. A 10% 0,34ml 0,25ml
Tmed 10% 0,34ml 0,25ml
125
Tabela 3 – Protocolo utilizado para isoenzima Esterase (EST) (E.C. 3.1.1.1), para 50ml.
Produto Quantidade
100mM fosfato-Na pH6,0 50 ml
α-naphthyl acetate 25mg dissolvido em 0,5 ml de acetona
β-naphthyl acetate 25mg dissolvido em 0,5ml de acetona
Fast Blue RR salt 50mg
Tabela 4 – Protocolo utilizado para isoenzima Glutamato Oxaloacetato Transaminase
(GOT) (E.C. 2.6.1.1), para 20ml.
Produto Quantidade
0,2M tris pH 8,0 20ml
Piridoxal-5-fosfato 2mg/ml
Ácido α-cetoglutário 30mg
Fast Blue BB salt 30mg/ml
ácido L-aspártico neutralizado* 2ml
*Para neutralizar o Ácido Aspártico basta acrescentar NaOH e acertar o pH para 8,0.
Tabela 5 – Protocolo utilizado para isoenzima Malato Desidrogenase (MDH) (E.C.
1.1.1.37), para 50ml.
Produto Quantidade
50mM tris pH 8,5 50ml
Ácido Málico neutralizado* 150mg/ml
NADP 5mg/ml
PMS 1mg/0,4ml
MTT 7mg/ml
*Para neutralizar o ácido málico basta acrescentar NaOH e acertar o pH para 8,0.
126
Tabela 6 – Protocolo utilizado para isoenzima Glucose-6-fosfato Deshidrogenase
(G
6
PD) (E.C 1.1.1.44), para 50ml.
Produto Quantidade
50mM tris pH 8,5 50ml
MgCl
2
50mg/ml
Glucose-6-fosfato 50mg
NADP 5mg/ml
PMS 2mg/0,4ml
MTT 10mg/ml
127
7.2 Anexo 2 – Meios de Cultura
7.2.1 Meio B-5 (Gamborg et al. 1968) para 1L
Primeiramente pesar os macronutrientes da tabela 7.
Tabela 7 – Quantidades de macronutrientes pesados para preparo do meio B5.
Macronutrientes mg.L
-1
KNO
3
2500
MgSO
4
.7H
2
0 250
CaCl
2
.2H
2
O 150
(NH
4
)
2
S0
4
134
NaH
2
PO
4
.H
2
O 150
Em seguida, pipetar os micronutrientes da solução estoque de MS VI e da
solução de sulfato ferroso (estoque MS V). As vitaminas e substâncias orgânicas são
pipetadas de acordo com as tabelas 8 e 9.
Tabela 8 – Quantidades de vitaminas pipetadas para preparo do meio B5.
Solução Estoque µL
Tiamina HCl 5.000
Piridoxina HCl
Ácido nicotínico
500
500
Quando a solução estoque for 200mg de vitamina para 100ml de água bidestilada
128
Tabela 9 – Quantidades de substâncias orgânicas pesadas para preparo do meio B5.
Substâncias Orgânicas Concentrações
Myo-inositol 100,0 mg
Sacarose 20,0 g.L
-1
AGAR 5,8 g.L
-1
Arrumar o pH para 5,8 e autoclavar por 20 minutos.
7.2.2 Meio MS (Murashige & Skoog, 1962) para 1L
Primeiramente pesar os macronutrientes da tabela 10.
Tabela 10 – Quantidades de macronutrientes pesados para preparo do meio MS.
Macronutrientes mg.L
-1
KNO
3
1900
MgSO
4
.7H
2
0 370
CaCl
2
.2H
2
O 440
NH
4
NO
3
1650
KH
2
PO
4
170
Em seguida, pipetar os micronutrientes da solução estoque de MS VI e da
solução de sulfato ferroso (estoque MS V). As vitaminas e substâncias orgânicas são
pipetadas de acordo com as tabelas 11 e 12.
129
Tabela 11 – Quantidades de vitaminas pipetadas para preparo do meio MS.
Solução Estoque µL
Tiamina HCl 5.0
Piridoxina HCl 250
Ácido nicotínico 250
Glicina 1000
Quando a solução estoque for 200mg de vitamina para 100ml de água bidestilada
Tabela 12 – Quantidades de substâncias orgânicas pesadas para preparo do meio MS.
Substâncias Orgânicas Concentrações
myo-inositol 100,0 mg
Sacarose 30,0 g.L
-1
AGAR 5,8 g.L
-1
Arrumar o pH para 5,8 e autoclavar por 20 minutos.
130
7.3 Anexo 3 – Figuras
Figura 1 - Planta de alho bem desenvolvida com presença de raízes em meio de
bulbificação com 30 g.L
-1
de sacarose sem a formação de bulbinho.
Figura 2 - Óvulos de cebola; a) Vista de topo mostrando forma esférica e sem formação
de massa embrionária no interior; b) vista lateral mostrando formato alongado e também
sem formação de massa embrionária; c) óvulo (direita) em corte transversal com nítida
formação interna de massa celular ou embrião (seta).
a)
c)
b)
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