( PDF ) Decomposição aeróbia de Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc. e caracterização limnológica na bacia hidrográfica do rio do Monjolinho (São Carlos, SP, Brasil)

Download PDF

ads:

UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO CARLOS

Programa de Pós Graduação em Ecologia e Recursos Naturais

Decomposição aeróbia de Myriophyllum aquaticum (Vell.)

Verdc. e caracterização limnológica na bacia hidrográfica do

rio do Monjolinho (São Carlos, SP, Brasil)

MARIANA GONZAGA DOS SANTOS

São Carlos - SP

2009

ads:

Livros Grátis

http://www.livrosgratis.com.br

Milhares de livros grátis para download.

UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO CARLOS

Programa de Pós Graduação em Ecologia e Recursos Naturais

Decomposição aeróbia de Myriophyllum aquaticum (Vell.)

Verdc. e caracterização limnológica na bacia hidrográfica do

rio do Monjolinho (São Carlos, SP, Brasil)

MARIANA GONZAGA DOS SANTOS

Dissertação apresentada ao Programa de Pós

Graduação em Ecologia e Recursos Naturais da

Universidade Federal de São Carlos, como parte dos

requisitos para obtenção do Título de Mestre em

Ecologia.

São Carlos - SP

2009

ads:

Ficha catalográfica elaborada pelo DePT da

Biblioteca Comunitária da UFSCar

S237da

Santos, Mariana Gonzaga dos.

Decomposição aeróbia de Myriophyllum aquaticum (Vell.)

Verdc. e caracterização limnológica na bacia hidrográfica do

rio do Monjolinho (São Carlos, SP, Brasil) / Mariana

Gonzaga dos Santos. -- São Carlos : UFSCar, 2009.

135 f.

Dissertação (Mestrado) -- Universidade Federal de São

Carlos, 2009.

1. Ecologia aquática. 2. Myriophyllum aquaticum. 3.

Decomposição. 4. Composição química. 5. Monjolinho, Rio,

Bacia (SP). 6. Caracterização limnológica. I. Título.

CDD: 574.5263 (20

)

Mariana Gonzaga dos Santos

Decomposição

aeróbia de

Myriophyllum aquaticum

(Vell.) Verde.

caracterização

limnológica na bacia hidrográfica do rio do Monjolinho (São Carlos, SP,

Brasil)

Dissertação apresentada

Universidade Federal de São Carlos, como parte dos

requisitos para obtenção do título de Mestre em Ecologia e Recursos Naturais.

Aprovada em

02 de junho de

2009

BANCA EXAMINADORA

Presidente

hof. Dr. Irineu Bianchini Jbnior

(Orientador)

Examinador

Profa.

Dra.

Odete Rocha

Examinado

iii

Orientador

______________________________________

Prof. Dr. Irineu Bianchini Jr.

Aos meus pais Inês e Darci e ao

meu irmão pelo carinho e amor incondicional.

Agradecimentos

Ao Prof. Dr. Irineu Bianchini Jr., pela orientação, atenção, muita paciência,

empenho, disponibilidade e profissionalismo desde o princípio.

À Prof. Dra. Marcela Bianchessi da Cunha-Santino, pela co-orientação, muita

paciência, compreensão, atenção, empenho, apoio e disponibilidade sempre.

Ao Programa de Pós-graduação em Ecologia e Recursos Naturais (PPG-ERN),

pela colaboração para meu aperfeiçoamento profissional.

Ao Departamento de Hidrobiologia (UFSCar), pela infra-estrutura oferecida.

A FAPESP pela concessão de bolsa de estudo (nº processo 06/58485-6).

À bióloga Jurity pela amizade e grande ajuda nas análises de nutrientes.

À minha querida família pelo apoio, amor, carinho, conselhos, enfim por

estarem sempre presentes e me ajudarem em todos os momentos. Amo vocês!

Ao meu namorado Léo, por todo apoio, compreensão, paciência, carinho e amor

nos momentos mais difíceis e por nunca me deixar desistir. Amo você!

A Marli, Nourival e Henrique pela acolhida, carinho e preocupação.

As minhas queridas amigas Lú e Má pelas leituras de oxigênio nos finais de

semana e principalmente pela amizade, pelas risadas (muitas risadas) e por tornar o

ambiente de trabalho um lugar muito feliz e agradável.

Ao Chico e ao pessoal que já não está mais no laboratório: Rafa, Maura, Paula,

Valetta e Frango.

As minhas grandes amigas da graduação Cinthia, Memê, Poly, Thá e Wendy,

pelo apoio mesmo que distantes.

As meninas da Rep. Normais: Taci, Bru, Fê, Naomi e Rossis pelo convívio,

carinho e amizade.

Ao pessoal dos laboratórios vizinhos, Márcia, Melissa, Fábio, Jussara pela

amizade e momentos compartilhados juntos e em especial ao Tosh pela grande ajuda

nas análises estatísticas.

Enfim, a todos que de alguma forma contribuíram para que este trabalho fosse

realizado e a Deus.

vii

Lista de Figuras

Figura 1: Precipitação pluvial (mm) obtida em estação meteorológica (21

57' 42" S e

50' 28" O; 860 m) no período de janeiro/07 a dezembro/08. Fonte:

http://www.cppse.embrapa.br/servicos/dados-meteorologicos/tmp_lista_dados.

Figura 2: Estações de amostragem (Inventário Limnológico do reservatório do

Monjolinho e de seus trechos a montante e a jusante).

Figura 3: Localização geográfica das estações de amostragem (P1, P2 e P3).

Figura 4: Foto ilustrativa de Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc. (Fonte:

www.ufscar.br/~probio/m_myriophyllum.jpg).

Figura 5: Esquema dos tratamentos com detritos íntegros.

Figura 6: Esquema da obtenção da matriz lignocelulósica.

Figura 7: Esquema dos tratamentos com matriz lignocelulósica.

Figura 8: Concentrações de material em suspensão (mg L

-1

) registradas no período de

agosto/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 9: Valores de turbidez (UNT) registrados no período de fevereiro/07 a agosto/08

no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 10: Valores de temperatura da água (ºC) registrados no período de fevereiro/07

a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 11: Concentrações de oxigênio dissolvido (mg L

-1

) registrados no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 12: Valores de DBO (mg L

-1

) registrados no período de agosto/07 a agosto/08

no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 13: Valores de pH da água registrados no período de fevereiro/07 a agosto/08

no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 14: Concentrações de carbono orgânico (mg L

-1

) registradas no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 15: Concentrações de carbono inorgânico (mg L

-1

) registradas no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 16: Valores de condutividade elétrica (µS cm

-1

) da água registrados no período

de fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 17: Concentrações de nitrato (µg L

-1

) registradas no período de fevereiro/07 a

agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

viii

Figura 18: Concentrações de nitrito (µg L

-1

) registradas no período de fevereiro/07 a

agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 19: Concentrações de amônio (µg L

-1

) registradas no período de fevereiro/07 a

agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 20: Concentrações de nitrogênio orgânico total (mg L

-1

) registradas no período

de fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 21: Concentrações de fósforo total (µg L

-1

) registrados no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 22: Concentrações de fósforo dissolvido (µg L

-1

) registrados no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 23: Cinética do consumo de oxigênio acumulado na mineralização aeróbia do

detrito íntegro senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Figura 24: Variações temporais do pH e da condutividade elétrica (µS cm

-1

) durante a

mineralização aeróbia do detrito íntegro senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Figura 25: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização

aeróbia do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 16 ºC.

Figura 26: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização

aeróbia do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Figura 27: Variação temporal da condutividade (µS cm

-1

) durante a mineralização

aeróbia do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 16 ºC.

Figura 28: Variação temporal da condutividade (µS cm

-1

) durante a mineralização

aeróbia do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Figura 29: Variação temporal do pH durante as mineralização aeróbia do detrito íntegro

verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 16 ºC.

Figura 30: Variação temporal do pH durante as mineralização aeróbia do detritos

íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Figura 31: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização

aeróbia da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 16

ºC.

Figura 32: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização

aeróbia da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 25

ºC.

Figura 33: Variação temporal da condutividade (µS cm

-1

) durante a mineralização

aeróbia da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 16

ºC.

Figura 34: Variação temporal da condutividade (µS cm

-1

) durante a mineralização

aeróbia da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 25

ºC.

Figura 35: Variação temporal do pH durante a mineralização aeróbia da matriz

lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 16 ºC.

Figura 36: Variação temporal do pH durante as mineralização aeróbia da matriz

lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Figura 37: Médias das cinéticas do consumo de oxigênio acumulado durante a

mineralização de M. aquaticum obtidas a partir dos experimentos 2 e 3.

Figura 38: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização

aeróbia do M. aquaticum verde e senescente a 16 e 25 ºC com adição de azida sódica.

Figura 39: Variação temporal da condutividade elétrica (mS cm

-1

) durante a

mineralização aeróbia do detrito íntegro verde e senescente de M. aquaticum a 16 e 25

ºC com adição de azida sódica.

Figura 40: Variação temporal do pH durante a mineralização aeróbia do detrito íntegro

verde e senescente de M. aquaticum a 16 e 25 ºC com adição de azida sódica.

Lista de Tabelas

Tabela 1: Descrição dos métodos analíticos.

Tabela 2: Composição química inicial do detrito verde (DV) e senescente (DS) e da

matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS).

Tabela 3: Valores dos compostos nitrogenados e de fósforo total (P-total) no início e

final do experimento.

Tabela 4: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 16 ºC.

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

: tempo

de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tabela 5: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) M. aquaticum a 25 ºC. OC

max

consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia

vida; r

= coeficiente de determinação.

Tabela 6: Valores médios de OC

max

, k

e t

1/2

para os tratamentos com detrito íntegro

verde e senescente em ambas as temperaturas 16 e 25 ºC, desconsiderando o efeito da

condição trófica. OC

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de

desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida.

Tabela 7: Composição final do detrito íntegro em relação aos teores de celulose e

lignina nos tratamentos submetidos a 16 e 25 ºC.

Tabela 8: Quantidades percentuais de nitrogênio e fósforo mineralizadas (Nm e Pm) e

imobilizadas (Nim e Pim) nos tratamentos com detrito íntegro submetidos a 16 e 25 ºC.

Tabela 9: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 16

ºC. OC

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

tempo de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tabela 10: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 25

ºC. OC

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

tempo de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tabela 11: Valores médios de OC

max

, k

e t

1/2

para os tratamentos com matriz

lignocelulósica verde e senescente em ambas as temperaturas 16 e 25 ºC,

desconsiderando o efeito da condição trófica. OC

max

= consumo máximo de oxigênio;

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida

Tabela 12: Composição final da matriz lignocelulósica em relação aos teores de

celulose e lignina nos tratamentos a 16 e 25 ºC.

Tabela 13: Quantidades percentuais de nitrogênio e fósforo mineralizadas (Nm e Pm) e

imobilizadas (Nim e Pim) nos tratamentos com matriz lignocelulósica a 16 e 25 ºC.

Tabela 14: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia de M. aquaticum. OC

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de

desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tabela 15: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia de M. aquaticum a de 16 e 25 ºC com adição de azida sódica. OC

max

= consumo

máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida; r

coeficiente de determinação.

Tabela 16: Relações estequiométricas entre o consumo de oxigênio e carbono

mineralizado (O/C), carbono e nitrogênio orgânico iniciais (C/N (i)), carbono e

nitrogênio orgânico finais (C/N (f)) e oxigênio consumido por nitrogênio mineralizado

(O/N) nos tratamentos com detrito íntegro e matriz lignocelulósica a 16 e 25 ºC.

xii

Anexos

Anexo 1: Valores de oxigênio dissolvido (mg L

-1

) no período de fevereiro/2007 a

agosto/2008.

Anexo 2: Valores de demanda bioquímica de oxigênio (DBO) em mg L

-1

no período de

agosto/2007 a agosto/2008.

Anexo 3: Valores de pH, condutividade (µS cm

-1

) e turbidez (UNT) no período de

fevereiro/2007 a agosto/2008.

Anexo 4: Valores de temperatura da água (ºC) e precipitação (mm) no período de

fevereiro/2007 a agosto/2008.

Anexo 5: Concentrações obtidas para carbono total (CT), carbono inorgânico (CI) e

carbono orgânico (CO) em mg L

-1

no período de fevereiro/2007 a agosto/2008.

Anexo 6: Valores de P-total (µg L

-1

), fósforo dissolvido (µg L

-1

) no período de

fevereiro/2007 a agosto/2008.

Anexo 7: Valores de nitrato (µg L

-1

), nitrito (µg L

-1

) no período de fevereiro/2007 a

agosto/2008.

Anexo 8: Valores de amônio (µg L

-1

) e nitrogênio orgânico total (mg L

-1

) no período de

fevereiro/2007 a agosto/2008.

Anexo 9: Valores de sólidos totais (ST), sólidos totais não filtráveis (STNF) e sólidos

totais dissolvidos (STD) em mg L

-1

no período de agosto/2007 a agosto/2008.

Anexo 10: Dados meteorológicos mensais no período de janeiro/07 a dezembro /07

obtidos em estação meteorológica (21°57'42"S e 47°50'28"W; 860m). T = temperatura.

Fonte: http://www.cppse.embrapa.br/servicos/dados-meteorologicos/tmp_lista_dados.

Anexo 11: Dados meteorológicos mensais no período de janeiro/08 a dezembro /08

obtidos em estação meteorológica (21°57'42"S e 47°50'28"W; 860m). T = temperatura.

Fonte: http://www.cppse.embrapa.br/servicos/dados-meteorologicos/tmp_lista_dados

xiii

Abreviações, siglas e unidades

CE - condutividade elétrica

CI – carbono inorgânico

C/N – relação carbono nitrogênio

CO – carbono orgânico

DBO

- demanda bioquímica de oxigênio

DP – desvio padrão

- coeficiente de desoxigenação

MOD – matéria orgânica dissolvida

MOP – matéria orgânica particulada

OC – oxigênio consumido

OCmáx – consumo máximo de oxigênio

O/C - relação estequiométrica entre o consumo de oxigênio por átomo de carbono

OD - oxigênio dissolvido

O/N - relação estequiométrica entre o consumo de oxigênio por átomo de nitrogênio

PS – peso seco

– coeficiente de temperatura

r – coeficiente de correlação

– coeficiente de determinação

t – tempo

1/2

– tempo de meia–vida

xiv

Resumo

Os processos oxidativos aeróbios contribuem com grande quantidade de nutrientes nas

formas dissolvida e particulada para o metabolismo da microbiota aquática. Nesse

contexto, este estudo descreveu as cinéticas de consumo de oxigênio durante a

mineralização aeróbia de Myriophyllum aquaticum, avaliando os possíveis efeitos da

adição de nutrientes, composição química do detrito e da temperatura na decomposição.

A macrófita aquática foi coletada na região litorânea do reservatório do Monjolinho (22

00' S e 47

54' O; SP, Brasil). Em laboratório parte dos fragmentos das plantas foram

submetidos à lixiviação para extração da fração dissolvida (MOD). Foram montadas

câmaras de decomposição (n = 96) com diferentes concentrações de N e P, contendo

detrito íntegro ou matriz lignocelulósica (i.e. fibras) em dois estágios fenológicos (verde

ou senescente) e submetidas a duas condições de temperatura (16 e 25 ºC), totalizando

32 tratamentos. As concentrações de oxigênio dissolvido (OD) foram determinadas

periodicamente nas câmaras durante 80 dias. Os resultados foram ajustados a um

modelo cinético de primeira-ordem. As diferentes concentrações de N e P não

interferiram no metabolismo microbiano quando os experimentos com detrito íntegro e

matriz lignocelulósica foram analisados separadamente. Por outro lado, nos

experimentos que contemplaram a mineralização da macrófita sem enriquecimento com

N e P (água do reservatório), houve o favorecimento da mineralização em detrimento da

imobilização. Porém, a análise independente das concentrações de N e P mostraram que

numa mesma condição de temperatura e tipo de fragmento (verde ou senescente), o k

foi aproximadamente 2 vezes maior nos tratamentos com detrito íntegro em relação

aqueles somente com matriz lignocelulósica, que apresentou maior relação C:P e

menores quantidades de lignina em sua composição química inicial. O Q

mostrou

similaridade entre os tratamentos, independente da composição química (integral ou

fibras), porém, diferença em relação ao estágio fenológico da planta (variaram de 1,75 a

2,06). Com relação à estequiometria O/N houve um gasto maior de oxigênio para a

nitrificação nos tratamentos com detritos íntegros (média = 1%) em relação aos

tratamentos com matriz lignocelulósica (média = 0,6%). A qualidade do detrito

constituiu–se na variável mais importante na mineralização da macrófita, já a

temperatura atuou como um fator secundário.

Abstract

The oxidative aerobic processes contribute with large amounts of nutrients in dissolved

and particulate forms for the metabolism microbial water. In that context, this study

described the oxygen consumption kinetics during the aerobic mineralization of

Myriophyllum aquaticum and also evaluated the possible effects of nutrients addiction,

the chemical composition and temperature on the decomposition. The aquatic

macrophyte was collected in the coastal region of the Monjolinho reservoir (22

00' S

and 47

54' W; SP, Brazil). In the laboratory part of the plant fragments were subjected

to leaching for extraction of the dissolved organic matter (DOM). In the laboratory, part

of the plant fragments was subjected to leaching to extract the particulate fraction

(POM). The mineralization chambers were set up (n = 96) with different N and P

concentrations, entire detritus or lignocellulosic matrix (i.e. fibers) in two phenological

stages (senescent or green) under two temperature (16 and 25 ºC), totaling 32

treatments. The concentrations of dissolved oxygen (DO) were determined periodically

in the chambers for 80 days. The results were adjusted to a kinetic model of first-order.

Different concentrations of N and P did not interfere in the microbial metabolism when

the experiments with full detritus and lignocellulosic matrix were analyzed separately.

Moreover, in experiments that include the mineralization of macrophytes under natural

conditions (with reservoir water), was favoring the mineralization rather than

immobilization. However, the independent analysis of the concentrations of N and P

showed that the same condition of temperature and type of fragment (green or

senescent), the k

was approximately 2 times greater in treatments with full detritus for

those with only lignocellulosic matrix, which showed higher C: P and smaller quantities

of lignin in their original chemical composition. The Q

has shown similarities between

the treatments, regardless of chemical composition (entire or fibers), but differences in

relation to the plant phenological stage (ranging from 1.75 to 2.06). Regarding the

stoichiometry O/N was an expense of greater oxygen for nitrification in treatments with

full litter (mean = 1%) compared to treatment with lignocellulosic matrix (mean =

0.6%). The quality of detritus was the most important variable in the mineralization of

macrophytes the temperature has served as a secondary factor.

xvi

Sumário

1. Introdução

2. Objetivos

3. Material e Métodos

3.1. Estudos prévios na bacia hidrográfica do rio do Monjolinho 08

3.2. Caracterização do local de coleta 08

3.3. Estações de Amostragem 10

3.4. Procedimento em Campo (Inventário Limnológico do reservatório do

Monjolinho e de seus trechos a montante e a jusante)

3.4.1. Análise estatística 14

3.4.2 Descrição dos métodos analíticos 15

3.5. Caracterização da espécie de macrófita utilizada 16

3.6. Procedimento em laboratório (Preparo das amostras) 17

3.6.1. Coleta da macrófita e da água do reservatório do Monjolinho 17

3.6.1.1. Experimento 1: Mineralização aeróbia de M. aquaticum 18

3.6.1.2. Experimento 2: Efeito da adição de nutrientes na decomposição do

material íntegro

3.6.1.3. Experimento 3: Efeito da adição de nutrientes na decomposição da matriz

lignocelulósica

3.6.4. Experimento 4: Efeito da adição de azida sódica 24

3.6.2. Análises das amostras 24

3.6.3. Hipótese cinética da mineralização da macrófita aquática 25

4. Resultados

4.1. Variáveis limnológicas do reservatório Monjolinho e de seus trechos a

montante e a jusante

4.1.2. Material em suspensão 27

4.1.3. Turbidez 28

xvii

4.1.4. Temperatura 28

4.1.5. Oxigênio dissolvido (OD) 29

4.1.6. Demanda bioquímica de oxigênio (DBO) 30

4.1.7. pH 31

4.1.8. Carbono orgânico (CO) e inorgânico (CI) 32

4.1.9. Condutividade elétrica (CE) 34

4.1.10. Nitrato 34

4.1.11. Nitrito 35

4.1.12. Amônio 36

4.1.13. Nitrogênio orgânico total 37

4.1.14. Fósforo total e dissolvido 38

4.2. Bioensaios de decomposição 40

4.2.1. Experimento 1: Mineralização aeróbia de M. aquaticum 41

4.2.2. Experimento 2: Efeito da adição de nutrientes na decomposição do material

íntegro

4.2.3. Experimento 3: Efeito da adição de nutrientes na decomposição da matriz

lignocelulósica

4.2.3.1. Efeito da composição química na decomposição de M. aquaticum 69

4.2.4. Experimento 4: Efeito da adição de azida sódica 73

5. Discussão

5.1. Variáveis limnológicas do reservatório Monjolinho e de seus trechos a

montante e a jusante

5.2. Bioensaios de decomposição 92

6. Ciclagem da matéria orgânica no reservatório do Monjolinho 104

7. Conclusões

106

8. Referências Bibliográficas

107

Anexos

125



1. Introdução

Segundo o IBP (Internacional Biological Program), as macrófitas aquáticas

podem ser definidas como vegetais que habitam desde brejos até ambientes

verdadeiramente aquáticos, constituindo-se, portanto, em uma definição genérica,

independente de aspectos taxonômicos. A vegetação da zona litorânea de ambientes

aquáticos é composta, em geral, por diversas espécies de macrófitas aquáticas e sua

importância não se restringe ao seu papel como barreira física ou as suas interações com

a fauna, uma vez que desempenham importante papel na ciclagem de nutrientes e no

metabolismo dos sistemas lacustres (WETZEL e ALLEN, 1972).

Nestes ambientes, a produtividade freqüentemente elevada das macrófitas

(ASAEDA et al. 2000; BEST et al. 2001) faz com que após a morte e degradação

gradual, estas se tornem importantes fontes autóctones de detritos (ROONEY e KALFF,

2000) para as comunidades heterotróficas, contribuindo com até 50% do aporte de

matéria orgânica e de nutrientes para o sistema aquático (WETZEL, 2001). Tal

contribuição não se deve apenas a decomposição das macrófitas senescentes, como

também aos processos de decomposição dos detritos alóctones que se aderem a esses

vegetais (GASITH e HASLER, 1976) e a secreção de compostos orgânicos nos corpos

d’água pelas macrófitas e epibiota associada (WETZEL e MANNY, 1972).

A decomposição resulta na mudança de estado do detrito sob a influência de

fatores bióticos e abióticos e envolve os processos de lixiviação dos constituintes

solúveis, fragmentação e a atividade catabólica dos microrganismos (KIM e

REJMÁNKOVÁ, 2004) e outros heterótrofos. A lixiviação refere-se às transferências

de materiais solúveis para a água (principalmente carboidratos e polifenóis), a

fragmentação proporciona um aumento da superfície do detrito para o ataque

microbiano e o catabolismo da microbiota contribui através das enzimas extras e

intracelulares (e.g. xilanases e celulases) para a mineralização dos detritos

(MACKENSEN e BAUHUS, 1999).

Nos ecossistemas aquáticos os estoques de matéria orgânica encontram-se

distribuídos na biomassa dos organismos e nos detritos (WETZEL, 1983). Detrito pode

ser definido como qualquer forma não viva de material orgânico, incluindo tipos

distintos de tecidos, estruturas e organismos vegetais, microrganismos mortos, bem

como produtos excretados, secretados ou exsudados (MOORE et al., 2004). Segundo

Wetzel (1990), na porção inorgânica dos detritos, o carbono é encontrado na forma de

carbonatos, e na parte orgânica nas formas de matéria orgânica dissolvida (MOD) e

particulada (MOP).

Após a senectude e perda da integridade celular ocorre a produção de

quantidades apreciáveis de MOD e conseqüente liberação de carbono, nitrogênio e

fósforo para o sistema (DAVIS et al., 2003; ROMERO et al., 2005). A MOD é

constituída por um conjunto heterogêneo de compostos hidrossolúveis (e.g. açúcares,

aminoácidos, peptídeos; BEST et al., 1990) cujo metabolismo e características

influenciam a disponibilidade de nutrientes e a ciclagem de material e energia

(HOORENS et al., 2003; MASIFIWA et al., 2004). A maior parte da MOD é assimilada

prontamente pelas bactérias passando a representar a fração particulada sob a forma de

biomassa microbiana, tornando-se disponível para as cadeias alimentares através do elo

microbiano (MÜNSTER e CRÖST, 1990; AZAM et al., 1993). Assim, o carbono

orgânico dissolvido teoricamente inacessível aos organismos heterotróficos é

reincorporado pela via bacteriana, disponibilizando-os para as redes tróficas

(ROTHMAN e BOUCHARD, 2007). Esse enfoque assume que as bactérias não apenas

participam na remineralização da matéria orgânica, mas também como importante elo

de cadeias. A conversão de partes dos tecidos das plantas aquáticas vasculares em MOD

proporciona a transferência de carbono para os microrganismos aderidos nos detritos

particulados e presentes na coluna d’água (SALA e GÜDE, 1999). A taxa de

degradação da MOD depende da capacidade enzimática da microbiota bem como das

condições ambientais (WETZEL e LIKENS, 1991).

A MOP constitui-se essencialmente de compostos refratários (e.g. lignina,

celulose e hemicelulose) resistentes a decomposição microbiana rápida e que se

caracterizam por serem quimicamente estáveis e de baixa solubilidade (WETZEL,

1983). Cerca de 50 a 80% da biomassa seca das plantas aquáticas são compostas por

fibras (BIANCHINI JR. e CUNHA-SANTINO, 2008), sendo consideradas menos

acessíveis como substrato bacteriano quando comparada à fração protoplasmática e aos

compostos hidrossolúveis (MORAN e HODSON, 1990). No entanto, devido a sua

predominância, supõe-se que, na prática, se constituam no principal recurso de subsídio

do bacterioplâncton (AZAM, 1998). A degradação da MOP é dependente do material

estrutural e varia com a espécie, idade, posição geográfica e condições de crescimento

(MANSFIELD, 2005). As enzimas mais atuantes na decomposição de plantas aquáticas

são as diretamente envolvidas na degradação dos compostos lignocelulósicos

(SINSABAUGH et al., 2002). Detritos ricos em fibras representam fonte significativa

de carbono orgânico particulado refratário em ecossistemas aquáticos (BENNER et al.,

1986). Por apresentarem taxas baixas de decomposição, esses detritos particulados são

usualmente acumulados, convertendo-se em possíveis precursores dos compostos

húmicos, ao contrário dos lixiviados cujas contribuições são relativamente pequenas.

No entanto, nos sistemas aquáticos tropicais, os rendimentos da mineralização tendem a

superar os da humificação (BIANCHINI JR. et al., 2004). Os metabolismos associados

com a MOP e a MOD provêem desta forma, a energia necessária para a operação e a

estabilidade metabólica de todo o ecossistema (WETZEL, 1990).

As perdas de massa ou a disponibilidade de um determinado elemento nutriente

dependem da mineralização líquida, na qual a resultante do processo de mineralização

excede a de imobilização. Como imobilização de um dado elemento, entende-se sua

incorporação ou manutenção na forma orgânica. A mineralização ocorre quando as

formas inorgânicas de um dado elemento são liberadas durante o catabolismo de um

dado recurso (SWIFT et al., 1979).

Os fatores que alteram as taxas de decomposição afetam as taxas de ciclagem e

retenção (imobilização) de nutrientes (e.g. nitrogênio, fósforo) no detrito ou no meio

(HOHMANN e NELLY, 1993). A decomposição das macrófitas aquáticas é limitada

pelas condições físico e químicas do meio, e.g. temperatura (CARVALHO et al., 2005),

composição química (e.g. lignina, celulose e hemicelulose) do material em

decomposição (BRIDGHAM et al., 2001) e metabolismo microbiano (BÜNEMANN et

al., 2004). A temperatura atua influenciando a velocidade das reações químicas e

enzimáticas que ocorrem durante o processo de decomposição (ANTONIO e

BIANCHINI JR., 2002) e de modo geral, o aumento da temperatura induz um aumento

exponencial nas taxas dos processos catabólicos (ANTONIO, 1996). O conteúdo e a

composição dos compostos refratários basicamente condicionam o tempo de meia-vida

da ciclagem do detrito.

A decomposição da matéria orgânica varia de acordo com a disponibilidade de

nutrientes que podem ser usados pelos decompositores (REJMÁNKOVÁ e

HOUDKOVÁ, 2006). Em geral, concentrações altas de nutrientes dissolvidos,

particularmente nitrogênio e fósforo aceleram esse processo (ELWOOD et al., 1981;

VALIELA et al., 1985). Porém, o enriquecimento com nutrientes no ambiente nem

sempre se traduz no incremento das atividades catabólicas (LEMOS, 1995). Nos lagos

com biomassa alta de macrófitas, a liberação de fósforo durante a decomposição pode

ser considerada uma fonte autóctone significativa de nutrientes no sistema

(CARPENTER, 1980; WETZEL, 1983, 1990).

As rotas catabólicas que prevalecem na decomposição das macrófitas aquáticas

decorrem dentre outros fatores da disponibilidade de oxigênio. Em geral, as

mineralizações aeróbias são mais rápidas, gerando produtos finais mais estáveis (e.g.

dióxido de carbono, água; WETZEL, 1995) e tendem a transferir mais carbono para o

crescimento dos microrganismos (DAVIS e CORNWELL, 1991). Os processos

metabólicos estão acoplados à síntese de ATP através da fosforilação oxidativa,

caracterizando-os como energicamente eficientes (HAMILTON, 1984). O consumo de

oxigênio acumulado é comumente usado na avaliação da demanda de oxigênio dos

processos degradativos aeróbios de macrófitas aquáticas (NUNES et al., 2007;

SCIESSERE, et al., 2007) sob efeitos de condicionantes ambientais (e.g. temperatura e

concentrações de nutrientes). Nesse caso, experimentos projetados à semelhança dos

ensaios de DBO têm sido utilizados para descrever as influências de fatores bióticos e

abióticos na ciclagem de matéria orgânica de sistemas aquáticos (BRUM et al., 1999;

FARJALLA et al., 1999; ANTONIO e BIANCHINI JR., 2002). Durante os processos

degradativos, os detritos são convertidos pela ação catabólica dos microrganismos

(WETZEL, 1983) em moléculas orgânicas e inorgânicas menores (MCLATCHEY e

REDDY, 1998). As mineralizações das frações lábeis geram pressões intensas e de

curto prazo sobre a disponibilidade de oxigênio dissolvido do meio; enquanto que as da

fração refratária geram pressões de longo prazo (CUNHA-SANTINO e BIANCHINI

JR., 1998).

A modelagem matemática é uma ferramenta importante na análise e pesquisa de

mudanças nos ecossistemas, sendo definida por equações matemáticas ou relações

funcionais (ODUM, 1971). A proposta dos modelos é a descrição de aspectos do

comportamento do sistema real, através do estabelecimento de equações matemáticas;

porém, dificilmente descrevem perfeitamente a realidade. No entanto, essa descrição é

suficiente para a obtenção de respostas a hipóteses específicas (CHARACKLIS, 1990) e

auxiliam no entendimento da ciclagem de nutrientes de carbono. Dessa forma, o uso dos

modelos matemáticos na avaliação de dados experimentais possibilita a elucidação das

tendências gerais do sistema estudado, bem como comparações quantitativas

(STRAŠKRABA, 1973). O modelo que tem sido utilizado para descrever a

decomposição de macrófitas aquáticas é o exponencial (CUNHA e BIANCHINI JR.,

1998; CUNHA e BIANCHINI JR., 1999; KOMÍNKOVÁ et al., 2000; SUBERKROOP,

2001) e o parâmetro “k” representa o coeficiente do processo de decomposição (ou

coeficiente de desoxigenação).

2. Objetivos

A disponibilidade de oxigênio dissolvido, bem como as aduções de N e P afetam

diretamente as rotas metabólicas adotadas pela microbiota na mineralização das

macrófitas aquáticas. Considerando a importância do processo de degradação desses

vegetais para o funcionamento e manutenção dos ecossistemas aquáticos, esse estudo

teve por objetivo geral o entendimento da dinâmica dos processos de decomposição

aeróbia no reservatório do Monjolinho. Para tanto, considerando as variáveis:

temperatura, concentração de nutrientes, tipo de detrito (íntegro e matriz

lignocelulósica), esse estudo apresentou os seguintes objetivos específicos:

i) Simular a decomposição aeróbia de M. aquaticum sob as condições mais favoráveis

para a atividade microbiana no reservatório do Monjolinho (detrito íntegro a 25 ºC).

ii) Comparar os processos de mineralização aeróbia de fragmentos íntegros de M.

aquaticum submetidos a diferentes graus de trofia, temperatura e tipo de detrito (verde

ou senescente) a partir da análise da cinética de consumo de oxigênio dissolvido e dos

parâmetros gerados pelo modelo.

iii) Verificar se as concentrações de N e P inerentes as macrófitas aquáticas são

suficientes para suprir as necessidades dos microrganismos.

vi) Verificar possíveis diferenças na oxidação química dos detritos íntegros de M.

aquaticum em meios de cultura com diferentes concentrações de nutrientes através da

inibição da atividade microbiológica pela adição de azida.

v) Discutir as tendências gerais do processo de decomposição no reservatório,

contribuindo com informações, dada a escassez de resultados dessa natureza em

ambientes tropicais e subtropicais e proporcionando novas perspectivas para o estudo da

ciclagem de nutrientes em ecossistemas aquáticos.

3. Material e Métodos

3.1. Estudos prévios na bacia hidrográfica do rio do Monjolinho

Diversos estudos realizados no rio do Monjolinho e no reservatório do

Monjolinho tiveram como objetivo caracterizações limnológicas da água e do sedimento

(SÉ, 1992; SALAMI, 1996; MENDES, 1998), bem como diagnósticos em relação à

toxicidade (PELÁEZ-RODRIGUÉZ, 2001; CAMPAGNA, 2005) e à estrutura das

comunidades (PERES, 2002; FUSARI, 2002).

3.2. Caracterização do local de coleta

A sub-bacia hidrográfica (275 Km

) do rio do Monjolinho integra a bacia

hidrográfica do rio Jacaré-Guaçú, drenando grande parte do município de São Carlos/SP

(SÉ, 1992; ESPÍNDOLA, 2000). É ocupada predominantemente por área rural (215

) com predominância de plantações de cana-de-açúcar e de pastagens,

principalmente nos trechos iniciais do rio do Monjolinho (SALAMI, 1996). Além disso,

a bacia apresenta como característica marcante o desenvolvimento urbano da cidade de

São Carlos e os impactos antrópicos da urbanização (SÉ, 1992).

A nascente do rio do Monjolinho está localizada no planalto de São Carlos a

uma altitude de 900 m, percorrendo o sentido leste-oeste, e originando uma planície de

inundação em que se deposita grande parte do material em suspensão que transporta

(MENDES, 1998). A montante da represa, o córrego percorre um trecho de

aproximadamente 500 m dentro do campus da Universidade Federal de São Carlos

desprovido de vegetação ripária, com largura máxima de 1,8 m e profundidade média de

0,80 m (SIQUEIRA e TRIVINHO-STRIXINO, 2005).

O reservatório do Monjolinho (22

00’ S e 47

54’ O), formado pelo

represamento do rio do Monjolinho está localizado em uma área urbanizada no campus

da Universidade Federal de São Carlos. A represa situa-se em uma região subtropical e

possui uma área equivalente a 4,69 ha, volume de 73.251 m

e profundidade média de

1,5 m e máxima de 3,0 m (REGALI-SELEGHIM, 2001; CORREIA, 2004). De acordo

com a classificação de Köppen (1931), o clima da região (Cwb) apresenta duas estações

climáticas contrastantes durante o ano, inverno seco (abril - setembro) e uma estação

quente e chuvosa (março - outubro); Figura 1.

Figura 1: Precipitação pluvial (mm) obtida em estação meteorológica (21° 57' 42" S e

47° 50' 28" O; 860 m) no período de janeiro/07 a dezembro/08. Fonte:

http://www.cppse.embrapa.br/servicos/dados-meteorologicos/tmp_lista_dados

O tempo de residência do reservatório varia de 2,1 a 22,9 dias dependendo da

estação do ano (NOGUEIRA e MATSUMURA-TUNDISI, 1994). Em função da

pequena dimensão e profundidade, curto tempo de residência, precipitação e vento, o

reservatório é altamente instável e turbulento, afetando as comunidades de fito e

zooplâncton (NOGUEIRA e MATSUMURA-TUNDISI, 1996). A instabilidade elevada

promove a resuspensão do sedimento, e conseqüentemente o aumento de nutrientes na

coluna d’água, favorecendo a ocorrência de florações de fitoplâncton no final da estação

seca (REGALI-SELEGHIM, 2004).

Os padrões da qualidade de água encontrados no reservatório e no rio do

Monjolinho na área do campus e a jusante devem ser atribuídos as interferências

antrópicas e às propriedades geomorfológicas das áreas de drenagem (SÉ, 1992);

cabendo ressaltar a presença de capivaras na cabeceira do reservatório (FUSARI, 2006).

A ausência de tratamento de esgotos e emissão de poluentes caracteriza um estado de

degradação para o rio do Monjolinho, afetando suas características químicas, físicas e

biológicas e comprometendo sua adequação as atividades desenvolvidas em sua bacia

hidrográfica, como a irrigação de pequenas áreas de lavouras (CÔRTEZ et. al., 2000).

O processo de desmatamento de forma excessiva na bacia hidrográfica provoca

perda da estabilidade proporcionada pelas raízes das plantas, matéria orgânica no solo e

cobertura vegetal, bem como a lixiviação dos nutrientes, o que resulta em aumento do

material em suspensão no corpo d’água em períodos chuvosos (SÉ, 1992).

3.3. Estações de Amostragem (Inventário limnológico do reservatório do

Monjolinho e de seus trechos a montante e a jusante)

As coletas de água foram realizadas em 3 pontos, estando o Ponto 1 (Z

máx

= 0,8

m; Z

= 0,8 m) localizado a montante da represa do Monjolinho (23S 0202.259

7.662.44), depois do Parque Ecológico Municipal A. T. Vianna e do Córrego do

Espraiado; o Ponto 2 (Z

máx

= 2,30 m; Z

= 1,05 m) na barragem da represa (23S

0202.402 7.565.926) e o Ponto 3 (Z

máx

= 0,1 m; Z

= 0,1 m) a jusante da represa (23S

0202.803 7.565.933). O Ponto 1 (P1) caracterizou-se pela presença de uma maior

quantidade de macrófitas aquáticas (Myriophyllum aquaticum), estando as espécies

invasoras (Brachiaria sp) presentes por toda a margem dos trechos do rio (P1 e P3

(Ponto 3)) e reservatório (P2 (Ponto 2)); Figuras 2 e 3.

A região da bacia do rio do Monjolinho situada na margem direita encontra-se

relativamente protegida, sendo ocupada pela Universidade Federal de São Carlos,

Parque Ecológico Municipal e Fazenda Canchim (EMBRAPA). Enquanto que a

margem esquerda está sujeita a urbanização sem o devido planejamento, com a

implantação de loteamentos e indústrias, principalmente na área de influência da

Rodovia Washington Luís, que liga São Carlos a São Paulo, e corta parte dessa bacia

(LORANDI, 2001).

Ponto 1 (P1): Trecho a montante do reservatório do Monjolinho.

Ponto 2 (P2): Reservatório do Monjolinho.

Ponto 3 (P3): Trecho a jusante do reservatório do Monjolinho.

Figura 2: Estações de amostragem.

Figura 3: Localização geográfica das estações de amostragem (P1, P2 e P3).

3.4. Procedimento em Campo (Inventário Limnológico do reservatório do

Monjolinho e de seus trechos a montante e a jusante)

No período de fevereiro/2007 a agosto/2008 foram avaliadas, quinzenalmente, as

variáveis limnológicas da água do reservatório do Monjolinho e de seus trechos a

montante e a jusante. As amostras de água superficiais foram caracterizadas de acordo

com as seguintes variáveis: temperatura, pH, carbono orgânico (CO) e inorgânico (CI),

condutividade elétrica (CE), demanda bioquímica de oxigênio (DBO

), fosfato total

(particulado e dissolvido), nitrogênio amoniacal (N-NH

), nitrato (N-NO

), nitrito (N-

), nitrogênio orgânico total (N-Org), oxigênio dissolvido (OD), sólidos totais (ST)

e turbidez. In situ foram realizadas determinações da temperatura da água (com

termômetro de mercúrio) e as fixações do OD, que posteriormente foram determinados

pelo método de Winkler. Para as demais determinações, as amostras de água foram

coletadas e preservadas (por congelamento) para posterior análise em laboratório. Os

compostos nitrogenados inorgânicos (N-NH

, N-NO

e N-NO

) foram quantificados

por métodos colorimétricos e os orgânicos por titrimetria. As concentrações de fosfato

total e dissolvido foram determinadas por colorimetria (Tabela 1). A DBO

e as

concentrações de sólidos (totais, não filtráveis e dissolvidos totais) foram obtidas

segundo APHA; AWWA e WPCF (1998). As concentrações de carbono inorgânico e

orgânico foram quantificadas com analisador específico (Shimadzu, modelo TOC

Analyser – 5000A).

3.4.1. Análise estatística

Os valores das variáveis foram submetidos ao teste não paramétrico de Kruskal-

Wallis (KW) e de comparação múltipla de Dunn, para avaliar as diferenças das

variáveis limnológicas selecionadas entre os pontos de amostragem. Para isso foi

adotado um nível de significância alfa de 0,05.

3.4.2. Descrição dos Métodos Analíticos

Na Tabela 1 apresentam-se os métodos analíticos utilizados para as

determinações das variáveis no inventário limnológico.

Tabela 1 – Descrição dos métodos analíticos.

Variável

Unidade

Método/ Equipamento

Referência

Temperatura T ºC Termômetro -

pH - Potenciômetro Qualxton -

CE µS cm

-1

Condutivímetro Digimed -

mg L

-1

Winkler modificado pela azida

sódica

APHA, AWWA, WPCF,

1998

Turbidez UNT Turbidímetro Hach 2100P -

ST mg L

-1

Gravimétrico CETESB, 1978

DBO

mg L

-1

Polarográfico

APHA, AWWA, WPCF,

1998

N-NO

µg L

-1

Espectrofotômetro

MACKERETH et al.,

1978

N-NO

µg L

-1

Espectrofotômetro

STRICKLAND e

PARSONS, 1960

N-NH

µg L

-1

Espectrofotômetro KOROLEFF, 1976

N-Org. mg L

-1

Titulometria

ADAPTADO DE

VOGEL, 1992

P µg L

-1

Espectrofotômetro

STRICKLAND e

PARSONS, 1960

CO/CI mg L

-1

TOC Shimadzu 5000A -

3.5. Caracterização da espécie de macrófita utilizada

A macrófita aquática Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc. (nome vernacular:

pinheirinho d’água; Figura 4) pertence à classe Dicotiledoneae, família Haloragaceae

(ORCHARD, 1981). Trata-se de uma planta perene, aquática, podendo se desenvolver

totalmente submersa, ou com a porção terminal dos ramos sob a superfície. A planta

mantém-se enraizada no fundo de lagos com até 2 m de profundidade, ou então nas

margens, deixando que os ramos avancem pela água. A parte fora d’água pode atingir

30 cm de comprimento, sendo as folhas emersas mais densas que as submersas,

medindo de 1,5 a 3 cm de comprimento. A reprodução é basicamente vegetativa, sendo

possível a origem de uma nova planta a partir de pedaços de ramos de apenas alguns

milímetros de comprimento (KISSMANN, 2000).

Fonte: www.ufscar.br/~probio/m_myriophyllum.jpg

Figura 4: Foto ilustrativa de Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc.

3.6. Procedimento em laboratório (Preparo das amostras)

3.6.1. Coleta da macrófita e da água do reservatório do Monjolinho

Para a execução dos experimentos, exemplares adultos da macrófita aquática M.

aquaticum (senescentes e verdes) foram coletados manualmente em pontos distintos da

região litorânea do reservatório. As coletas foram realizadas em diferentes épocas do

ano (seca e chuvosa) e as amostras misturadas, garantindo homogeneidade do material

entre os tratamentos. Em laboratório, as plantas foram lavadas em água corrente para a

remoção do perifíton e partículas de sedimento aderidas, desidratadas em estufa (45-50

ºC) e separadas em fragmentos de folha e caule/raiz (tamanho médio = 2,05 ± 0,52 cm),

para manter a mesma proporção de fragmentos nas câmaras de mineralização, uma vez

que as diferentes partes das plantas possuem composição química diferenciada em

relação aos teores de lignina e celulose e concentrações de nutrientes. Nas câmaras de

DBO a proporção de folha em relação à de caule/raiz foi de 1:3 totalizando 0,1 g de PS

de planta por frasco. O peso seco da macrófita aquática selecionada é 13,7% (BOYD,

1968).

A água para montagem do Experimento 1 e para concentração do inóculo foi

coletada na barragem do reservatório com garrafa de Van Dorn e filtrada (Ø do poro =

0,45 µm Millipore). A coleta foi apenas superficial (ca. 0,5 m), na medida em que se

trata de um sistema raso caracterizado pela ocorrência de “fetch”, que homogeneíza a

distribuição e composição da comunidade microbiana ao longo da coluna d’água. Além

disso, as macrófitas são encontradas na região litorânea deste corpo d’água,

contribuindo com a rápida e continua circulação de nutrientes através da decomposição

de sua biomassa.

3.6.1.1. Experimento 1: Mineralização aeróbia de M. aquaticum

Para o desenvolvimento deste experimento foram preparadas câmaras de

mineralização contendo fragmentos de planta senescente (0,1 g L

-1

PS) e água filtrada

(Ø do poro = 0,45 µm Millipore) do reservatório. A água do reservatório foi

previamente aerada durante aproximadamente 1 hora para elevar a concentração de

oxigênio à saturação antes da sua adição aos frascos (de vidro, com capacidade de

aproximadamente 300 ml com boca esmerilhada, previamente lavados com extran

20%), juntamente com os fragmentos da planta. Determinaram-se as variáveis pH,

condutividade e oxigênio dissolvido iniciais. As câmaras de mineralização previamente

revestidas com papel alumínio (para evitar a incidência de luz) com M. aquaticum (n =

3), bem como as câmaras controle contendo apenas água do reservatório filtrada (n = 3)

foram incubadas a 25 ºC durante 75 dias.

3.6.1.2. Experimento 2: Efeito da adição de nutrientes na decomposição do

material íntegro

Para a execução do Experimento 2 foram preparados quatro meios de cultura

(modificado de XIE et al., 2004), simulando ambientes em diferentes graus de trofia

com relação as concentrações de nitrogênio variando de acordo com índice de estado

trófico descrito por Vollenweider (1968). Os tratamentos foram diferenciados de acordo

com as concentrações elevadas (*) de nitrogênio e/ou fósforo e desta forma consistiram

nos seguintes tratamentos: NP* (0,336 mg L

-1

N - NO

e 35,51 µg L

-1

de P - total), NP

(0,374 mg L

-1

N - NO

e 19,57 µg L

-1

de P - total), N*P

(3,776 mg L

-1

N - NO

e 18,12

µg L

-1

de P - total) e N*P*

(36,832 mg L

-1

N - NO

e 86,96 µg L

-1

de P - total). Os

meios de cultura foram preparados a partir de uma solução de micronutrientes

indispensável ao crescimento bacteriano (Fe-EDTA = 0,6 mg L

-1

; H

= 0,51 mg L

-1

;

MnCl

.4H

0 = 0,52 mg L

-1

; ZnSO

.7H

O = 0,05 mg L

-1

; CuSO

.5H

O = 0,02 mg L

-1

;

MoO

.2H

O = 0,013 mg L

-1

), e outra de macronutrientes composta por: K

23,00 mg L

-1

; CaCl

= 20,00 mg L

-1

; MgSO

.7H

O = 10,25 mg L

-1

e concentrações de

NaNO

e NaH

específicas para cada um dos meios. As câmaras de mineralização

(n = 3) foram preparadas utilizando-se: fragmentos de M. aquaticum verde ou

senescente (0,1 g L

-1

) e os diferentes meios de cultura (N*P*, N*P, NP e NP*). Aos

frascos foram acrescentados 400 µL de inóculo de água do reservatório do Monjolinho

filtrados em membrana de éster celulose (Millipore, Ø = 0,45 µm). Para a obtenção do

inóculo foram coletados água e sedimento do reservatório mantido a temperatura

ambiente (25 ºC) sob constante aeração durante 10 dias. Foram preparados 48 frascos,

sendo que cada tratamento (n = 3) representou um tratamento trófico. O processo de

decomposição foi avaliado sob duas temperaturas (16 ºC e 25 ºC) que correspondem

aproximadamente à variação desta variável encontrada por Peres (2002) nos períodos

chuvoso e seco em pontos distintos do rio do Monjolinho. Assim, 24 frascos foram

incubados a 16 ºC e os demais (n = 24) a 25 ºC (Figura 5).

Figura 5: Esquema dos tratamentos com detritos íntegros.

Os meios de cultura foram previamente aerados durante aproximadamente 1

hora até que atingisse a saturação antes da adição aos frascos. O experimento foi

incubado por 80 dias e determinaram-se as seguintes variáveis: pH, condutividade e

oxigênio dissolvido iniciais. Paralelamente, tendo em vista verificar as concentrações de

lignina e celulose foram preparadas câmaras de decomposição (n = 2) contendo cerca de

400 ml de meio de cultura e 4 g de planta seguindo a proporção de 10 g L

-1

. A partir

dessas incubações também foi possível a obtenção dos valores de matéria orgânica e

carbono das amostras.

3.6.1.3. Experimento 3: Efeito da adição de nutrientes na decomposição da matriz

lignocelulósica

Para a realização desse ensaio, as plantas já lavadas em água corrente e

desidratadas foram esterilizadas em autoclave vertical (Fabbe; modelo 103) a 121 ºC,

sob 1,0 atm durante 15 min (WARD e JOHNSON, 1996). Para a obtenção da matriz

lignocelulósica (ML) foram realizadas extrações aquosas a frio (4 ºC) com duração de

48 h (adaptado de MφLLER et al., 1999). A extração constituiu-se da adição de

fragmentos de planta (previamente esterilizados) em água (deionizada esterilizada) na

proporção de 10 g L

-1

PS. Após a formação do lixiviado, as frações particuladas (ML)

foram separadas das dissolvidas (MOD) por filtração e lavagem com água deionizada

(Figura 6); na seqüência, foram secas em estufa (45-50 ºC) e armazenadas até a

montagem do experimento.

Figura 6: Esquema da obtenção da matriz lignocelulósica.

O meio de cultura (modificado de XIE et al., 2004a) foi preparado a partir de

uma solução de micronutrientes e macronutrientes conforme mostrado na preparação do

Experimento 2. As concentrações de NaNO

e NaH

variaram de forma que

diferentes graus de trofia fossem testados, assim os tratamentos foram diferenciados de

acordo com as concentrações elevadas (*) de nitrogênio e/ou fósforo: NP* (0,4 mg L

-1

N - NO

e 29,71 µg L

-1

de P - total), NP

(0,4 mg L

-1

N - NO

e 12,32 µg L

-1

de P -

total), N*P

(3,9 mg L

-1

N - NO

e 13,04 µg L

-1

de P - total) e N*P* (31,5 mg L

-1

N -

e 98,55 µg L

-1

de P - total). Às câmaras foram acrescentados meio de cultura e 400

µL de inóculo de água do reservatório do Monjolinho filtrado em membrana de éster

celulose (Millipore, Ø = 0,45 µm).

As câmaras de mineralização (número total de frascos = 48) previamente

revestidas com papel alumínio foram preparadas utilizando-se matriz lignocelulósica de

M. aquaticum (1g L

-1

PS) e os diferentes meios de cultura (N*P*, N*P, NP e NP*)

simulando o efeito de duas temperaturas e dois tipos de fragmentos (senescente e

verde). Para tanto, foram montados 16 tratamentos (n = 3) sendo 8 com fragmento verde

e 8 com fragmento senescente. O processo de decomposição foi avaliado sob duas

temperaturas, sendo metade dos frascos incubados a 16 ºC e os demais (n = 24) a 25 ºC

(Figura 7).

Figura 7: Esquema dos tratamentos com matriz lignocelulósica.

Antes da adição do meio de cultura aos frascos (de vidro com boca esmerilhada)

aeraram-se os meios de cultura para elevar a concentração de oxigênio à saturação. O

experimento foi mantido por 80 dias e determinaram-se as seguintes variáveis: pH,

condutividade e oxigênio dissolvido iniciais. Paralelamente, tendo em vista verificar as

concentrações de lignina e celulose também foram montadas câmaras de decomposição

(n = 2) seguindo a mesma proporção descrita no Experimento 2. A partir dessas

incubações também foi possível a obtenção dos valores de matéria orgânica e carbono

das amostras.

3.6.1.4. Experimento 4: Efeito da adição de azida sódica

Para a execução deste experimento foram preparadas 24 câmaras de

mineralização contendo meio de cultura, fragmentos de planta (verde ou senescente),

inóculo do reservatório e azida (0,5%). A azida sódica (NaN

) foi utilizada tendo em

vista inibir a atividade biológica no processo degradativo das macrófitas aquáticas.

As concentrações de nitrato não puderam ser determinadas (a azida interferiu na

análise), porém as concentrações de fósforo total foram equivalentes a 107,25 (N*P*) e

57,14 µg L

-1

(NP). Os meios de cultura foram previamente aerados até atingir a

saturação e mediu-se a concentração de OD, pH e condutividade iniciais como nos

demais experimentos. O experimento foi mantido por 80 dias.

3.6.2. Análises das amostras

Em todos os experimentos, as concentrações de oxigênio dissolvido foram

registradas periodicamente por método polarográfico (oxímetro YSI, modelo 58;

precisão 0,03 mg L

-1

) em dias previamente selecionados. Os processos degradativos

anaeróbios foram evitados através da reoxigenação com ar comprimido filtrado quando

as concentrações de oxigênio atingiram valores próximos a 3,00 mg L

-1

. Também foram

verificadas periodicamente as variáveis pH e condutividade.

Para os Experimentos 1, 2 e 3, as frações orgânicas de nitrogênio da macrófita

foram quantificadas com base em métodos titrimétricos (N-Kjeldahl: ALLEN et al.,

1974) e as concentrações de fósforo total da planta foram determinadas por

colorimetria, segundo procedimentos propostos por Mackereth et al. (1978). Nos

Experimentos 2 e 3 determinaram-se também as percentagens de lignina por hidrólise

ácida (ALLEN et al., 1974) e a de celulose por digestão ácida (CLAMPTON e

MAYNARD, 1938). Os conteúdos de matéria orgânica foram determinados pelas

incinerações de amostras de plantas a 550 ºC (WETZEL e LIKENS, 1991). Os valores

de matéria orgânica foram multiplicados por 0,465 para a obtenção dos valores de

carbono (WESTLAKE, 1965).

No final do experimento, as câmaras foram desmontadas e a MOP fracionada da

água por filtração em membrana de éster-celulose (0,45 μm). As concentrações finais de

carbono dissolvido da água foram determinadas com TOC analyser (5000A Shimadzu).

3.6.3. Hipótese cinética da mineralização da macrófita aquática

Na degradação aeróbia, a oxidação do recurso orgânico está relacionada ao

consumo de oxigênio, podendo ser representada por modelos cinéticos de primeira

ordem (JΦRGENSEN, 1986). Os ajustes cinéticos do oxigênio consumido acumulado

(OC) foram realizados utilizando-se regressões não lineares, calculadas com o algoritmo

iterativo de Levenberg-Marquardt (PRESS et al., 1993). De acordo com esses

procedimentos, descreveram-se as variações temporais do consumo de oxigênio

(Equação 1):

(

)

eOCOC

−

−= 1

max

Eq. (1),

em que: OC = valores acumulados das concentrações de oxigênio consumido (mg L

-1

);

máx

= quantidade máxima de oxigênio consumido (mg L

-1

); k

= coeficiente de

desoxigenação (dia

-1

); e t = tempo (dia).

O tempo de meia-vida (t

1/2

) do processo de decomposição da macrófita aquática

M. aquaticum foi calculado de acordo com a Equação 2.

−

5,0ln

2/1

Eq. (2),

A temperatura é considerada uma das principais condicionantes nas reações de

mineralização. Nesse contexto, admite-se que os incrementos nos valores dos

coeficientes de reação sejam proporcionais aos incrementos de temperatura. O Q

é um

parâmetro normalmente usado para expressar essa relação (USEPA, 1985; Equação 3).

Eq. (3),

em que; Q

= relação entre os coeficientes de reação (nesse caso k

) sob incrementos

de 10 ºC, calculado a partir das temperaturas selecionadas; k

= coeficiente de reação

obtido na temperatura T

; k

= coeficiente de reação obtido na temperatura T

Os consumos de oxigênio das incubações foram corrigidos pela subtração dos

valores de OC dos frascos controle. Os resultados de consumo de oxigênio acumulados

foram analisados individualmente para todos os tratamentos utilizando-se o teste de

Kruskal Wallis (KW), seguido do teste de múltipla comparação Dunn’s para detectar

possíveis diferenças significativas entre os tratamentos (p < 0,05).

As estimativas das relações estequiométricas globais entre a quantidade oxigênio

dissolvido consumido (OC

max

) pela quantidade de nitrogênio orgânico oxidado (O/N)

foram calculadas através das razões entre as taxas de oxigênio consumido e as de

nitrogênio mineralizado, o mesmo foi feito para a obtenção da relação O/C. As

percentagens de nitrogênio e fósforo mineralizado foram obtidas a partir das

quantidades totais (N-NO

da planta e meio de cultura) iniciais e remanescentes destes

nutrientes. Através da diferença entre a quantidade total de nutrientes (100%) e

percentagem mineralizada, obtiveram-se as percentagens imobilizadas correspondentes

as frações de N e P.

4. Resultados

4.1. Variáveis limnológicas do reservatório Monjolinho e de seus trechos a montante

e a jusante*

4.1.2. Material em suspensão

As concentrações de material em suspensão nos três pontos foram similares

(p>0,05), com médias (± DP) no período estudado (agosto/2007 a agosto/2008) de P1 =

48,5 ± 6,40 mg L

-1

, P2 = 48,8 ± 10,30 mg L

-1

e P3 = 50,60 ± 8,90 mg L

-1

(Figura 8). A

maior concentração foi verificada em P2 (70,00 mg L

-1

) em outubro/2007 e a menor

também em P2, no mês de maio/2008 (37,00 mg L

-1

Figura 8: Concentrações de material em suspensão (mg L

-1

) registrados no período de

agosto/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

(*) O banco de dados referentes ao inventário limnológico (fevereiro/2007 a agosto/2008) encontra-se nos

Anexos 1 a 11.

4.1.3. Turbidez

No período referente a esse inventário (fevereiro/2007 a agosto/2008) as médias

(± DP) dos valores de turbidez foram: P1 = 8,22 ± 7,32 UNT; P2 = 11,92 ± 10,65 UNT

e P3 = 12,15 ± 10,79 UNT (Figura 9), não havendo diferenças significativas entre os

três pontos (p > 0,05). No final do verão os P2 e P3 apresentaram valores máximos

(43,2 UNT e 43,3 UNT, respectivamente).

Figura 9: Valores de turbidez (UNT) registrados no período de fevereiro/07 a agosto/08

no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.4. Temperatura

Os menores valores de temperatura foram registrados nos meses de junho e julho

de 2007 e de maio a julho de 2008 (Figura 10). Espacialmente não houve diferença

entre os pontos (p > 0,05), as médias (± DP) foram: P1 = 18,93 ± 3,61 ºC; P2 = 20,55 ±

3,30 ºC e P3 = 20,13 ± 3,29 ºC.

Figura 10: Valores de temperatura da água (ºC) registrados no período de fevereiro/07 a

agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.5. Oxigênio dissolvido (OD)

As águas do rio do Monjolinho no trecho selecionado apresentaram

concentrações médias de oxigênio que variaram de 5,45 mg L

-1

(P2) em janeiro a 8,36

mg L

-1

(P3) em junho/08 (Figura 11). As médias do OD (± DP) foram: P1 = 6,21 ± 0,68

mg L

-1

; P2 = 6,86 ± 0,76 mg L

-1

e P3 = 7,15 ± 0,63 mg L

-1

, a análise de KW indicou que

as concentrações de OD em P1 foram diferentes de P2 (p < 0,05) e de P3 (p < 0,001).

As concentrações mais elevadas de OD ocorreram nos meses mais frios (junho e

julho/07 e julho e agosto/08).

Figura 11: Concentrações de oxigênio dissolvido (mg L

-1

) registrados no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.6. Demanda bioquímica de oxigênio (DBO)

A DBO

apresentou médias (± DP) de 1,79 ± 0,81 mg L

-1

(P1); 3,54 ± 0,91 mg

-1

(P2) e 2,77 ± 0,93 mg L

-1

(P3). O P1 apresentou concentrações de DBO

significativamente diferente de P2 (p < 0,01). Os maiores valores dessa variável

ocorreram no reservatório (P2), sendo a maior demanda verificada no mês de agosto/08

(5,41 mg L

-1

; Figura 12).

Figura 12: Valores de DBO

(mg L

-1

) registrados no período de agosto/07 a agosto/08

no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.7. pH

Os valores médios de pH (± DP) foram: 6,49 ± 0,35 (P1); 6,67 ± 0,34 (P2) e 6,73

± 0,35 (P3; Figura 13), não havendo diferença espacial entre os valores (p>0,05). O

valor máximo desta variável foi registrado em P3 no mês de julho/07 (7,47) e o menor

em P1 (6,01) em janeiro/08.

Figura 13: Valores de pH registrados no período de fevereiro/07 a agosto/08 no rio do

Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.8. Carbono orgânico (CO) e inorgânico (CI)

As concentrações médias (± DP) de carbono orgânico e inorgânico no período de

fevereiro/07 a agosto/08 foram respectivamente: 1,95 ± 1,04 mg L

-1

e 2,47 ± 1,24 mg L

(P1); 2,37 ± 1,06 mg L

-1

e 4,58 ± 1,26 mg L

-1

(P2) e 4,10 ± 1,03 mg L

-1

e 4,20 ± 1,01

mg L

-1

(P3). Com base nesses resultados, constatou-se que não houve diferenças

espaciais nas concentrações de CO e CI entre os trechos de rio estudados e o

reservatório (p > 0,05). Apesar do valor máximo de carbono orgânico ter sido verificado

no período chuvoso (6,53 mg L

-1

no reservatório; Figura 14), os maiores valores de

concentração ocorreram na estiagem, bem como os valores de carbono inorgânico

(Figura 15).

Figura 14: Concentrações de carbono orgânico (mg L

-1

) registradas no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 15: Concentrações de carbono inorgânico (mg L

-1

) registradas no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.9. Condutividade elétrica (CE)

Os maiores valores de condutividade elétrica foram registrados para P1 (63,70

µS cm

-1

) e P2 (57,70 µS cm

-1

) em abril/07 (Figura 16). Nos meses de fevereiro, março e

outubro/07 também foram verificados valores altos de CE (49,6, 55,1 e 58,1 µS cm

-1

para P1). Os valores médios (± DP) de CE encontrados para P1, P2 e P3 durante o

período amostral foram similares (p > 0,05), sendo respectivamente: 43,96 ± 8,58 µS

-1

; 41,59 ± 5,13 µS cm

-1

e 41,23 ± 4,14 µS cm

-1

Figura 16: Valores de condutividade elétrica (µS cm

-1

) da água registrados no período

de fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.10. Nitrato

As concentrações de N-NO

médias (± DP) verificadas para os P1, P2 e P3

foram semelhantes (p > 0,05), sendo respectivamente: 140,84 ± 83,16 µg L

-1

, 100,43 ±

42,38 µg L

-1

e 103,19 ± 40,33 µg L

-1

(Figura 17). As concentrações de nitrato foram

elevadas nos meses de maio a outubro/07, e agosto/08. Os valores máximos e mínimos

registrados variaram de 335,80 µg L

-1

(P1) a 41,48 µg L

-1

(P2).

Figura 17: Concentrações de nitrato (µg L

-1

) registradas no período de fevereiro/07 a

agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.11. Nitrito

Os valores máximos verificados para as concentrações de nitrito em P1, P2 e P3

foram respectivamente: 34,72, 20,18 e 20,92 µg L

-1

(Figura 18); enquanto que os

valores mínimos foram 5,28, 5,36 e 5,58 µg L

-1

, respectivamente. Registrou-se

diferença significativa entre P1 e os pontos P2 e P3 (p < 0,001) com o trecho a montante

do reservatório do Monjolinho (P1) sempre apresentando concentrações mais elevadas

de nitrito (exceto em janeiro/2008) que o P2 e P3. Os valores médios (± DP)

encontrados para as concentrações de nitrito para os três pontos selecionados variaram

de 21,20 ± 8,10 µg L

-1

(P1) a 12,86 ± 4,62 µg L

-1

(P3) ao longo do período em questão

(fevereiro/07 a agosto/08).

Figura 18: Concentrações de nitrito (µg L

-1

) registradas no período de fevereiro/07 a

agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.12. Amônio

As concentrações máximas do amônio encontradas em P1, P2 e P3 foram:

244,64; 239,88 e 240,48 µg L

-1

respectivamente (Figura 19). As concentrações médias

(± DP) de amônio não apresentaram distinção na variação espacial (p > 0,05) nos pontos

selecionados (P1: 239,88 ± 3,95 µg L

-1

; P2: 240,48 ± 5,26 µg L

-1

e P3: 97,78 ± 64,56 µg

-1

Figura 19: Concentrações de amônio (µg L

-1

) registradas no período de fevereiro/07 a

agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.13. Nitrogênio orgânico total

As concentrações máximas de nitrogênio orgânico verificadas para P1, P2 e P3

foram: 0,84, 0,97 e 0,85 mg L

-1

(Figura 20) durante o início da estiagem. Os valores

médios (± DP) para as concentrações de nitrogênio orgânico total foram 0,68 ± 0,17 mg

-1

; 0,72 ± 0,17 mg L

-1

e 0,70 ± 0,14 mg L

-1

nos P1, P2 e P3, respectivamente.

Figura 20: Concentrações de nitrogênio orgânico total (mg L

-1

) registradas no período

de fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.1.14. Fósforo total e dissolvido

Os valores médios de P-total verificados para os P1, P2 e P3 (± DP) foram

102,30 ± 81,55, 118,83 ± 89,12 e 159,59 ± 122,89 µg L

-1

. As maiores concentrações de

P-total (Figura 21) ocorreram durante as chuvas (máximo = 398,93 µg L

-1

no mês de

julho/07 em P3). As concentrações médias de P-dissolvido variaram de 68,68 µg L

-1

(P1) a 90,88 µg L

-1

(P3) e foram mais elevadas durante os meses chuvosos: 98,68 µg L

-1

(P1), 125,37 µg L

-1

(P2) e 101,90 µg L

-1

(P3). Durante a estiagem foram registrados

teores altos de P-total e P-dissolvido no mês de julho/07 para os P2 (372,20 µg L

-1

280,17 µg L

-1

) e P3 (398,93 µg L

-1

e 301,95 µg L

-1

; Figura 22).

Figura 21: Concentrações de fósforo total (µg L

-1

) registrados no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

Figura 22: Concentrações de fósforo dissolvido (µg L

-1

) registrados no período de

fevereiro/07 a agosto/08 no rio do Monjolinho (P1 e P3) e no reservatório (P2).

4.2. Bioensaios de decomposição

Na Tabela 2 apresenta-se a composição química inicial dos detritos íntegros e da

matriz lignocelulósica verde e senescente de M. aquaticum utilizados na execução dos

experimentos 1 a 4.

Tabela 2: Composição química inicial do detrito verde (DV) e senescente

(DS) e da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS).

% DS DV MS MV

Lixiviado

27,85 23,76 - -

MOP

72,16 76,24 - -

10,64 7,54 8,00 6,22

89,36 92,47 92,00 93,78

41,55 43,00 42,78 43,61

Lignina

33,49 29,82 37,08 42,76

Celulose

23,78 23,98 26,00 23,64

Nitrogênio

1,87 2,19 1,66 2,01

Fósforo

0,09 0,09 0,02 0,02

C:N

22,22 19,6 25,77 21,70

C:P

461,67 477,78 2139,00 2180,50

Os fragmentos das macrófitas independente do estágio fenológico (senescente ou

verde) apresentaram predominância de matéria orgânica particulada (MOP) em relação

às frações solúveis cuja média foi equivalente a 25,8%. A MOP representou de 72,16 a

76,24% dos detritos inteiros, estando à percentagem de carbono entre 42,78 a 43,61% e

a de matéria inorgânica entre 6,22 a 8,00% do material vegetal.

Verificou-se uma diferença entre as concentrações de fósforo das frações

particulada (0,02%) e integral (0,09%), o mesmo não sendo verificado em relação ao

teor de nitrogênio orgânico.

4.2.1. Experimento 1: Mineralização aeróbia de M. aquaticum

A cinética do consumo de oxigênio acumulado na mineralização aeróbia de

detritos íntegros senescentes (DS) de M. aquaticum a 25 ºC está representada na Figura

23. A variação temporal do OC acumulado mostra um rápido consumo de oxigênio

dissolvido nos primeiros 4 dias de experimento seguido por um aumento gradual até o

dia 52 (787,42 mg g

-1

) a partir do qual se inicia a estabilização do processo degradativo.

O coeficiente de desoxigenação, obtido a partir do ajuste cinético foi equivalente

a 0,018 ± 0,001 dia

-1

e o tempo de meia vida (t

1/2

) de 38 dias (Tabela 3), caracterizando

o processo de mineralização como sendo de médio prazo (aproximadamente 1 mês). O

max

foi elevado: 1179,49 ± 55,61 mg g

-1

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

(DS)

Figura 23: Cinética do consumo de oxigênio acumulado na mineralização aeróbia do

detrito íntegro senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Com relação à variável pH, verificou-se um decréscimo inicial seguido por uma

tendência a estabilização (Figura 24). Nos dias 9, 22, 28, 31 e 58 os valores de pH

atingiram valores acima de 7,00, porém foram rapidamente levados a uma condição

ácida. A variação do pH foi de 6,03 a 7,43 ambos registrados nos 10 primeiros dias de

experimento, caracterizando uma oscilação no meio de ácido a neutro. A média ± DP

para esta variável foi 6,47 ± 0,28.

A condutividade elétrica, ao contrário do verificado para o pH, apresentou um

aumento em 76% no segundo dia experimental em relação ao valor inicial de

condutividade, seguido por um aumento gradativo durante os 75 dias de experimento. A

média ± DP para esta variável foi de 89,38 ± 10,74 µS cm

-1

. O valor máximo e mínimo

foi 108,63 µS cm

-1

no final do experimento e de 46,10 µS cm

-1

no dia 0.

0 20406080

Tempo (dia)

(DS)

0 20406080

120

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

(DS)

Figura 24: Variações temporais do pH e da CE (µS cm

-1

) durante a mineralização

aeróbia do detrito íntegro senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Com relação aos nutrientes presentes na água verificaram-se aumentos elevados

nas concentrações de fósforo orgânico total e nitrito ao final do experimento,

correspondentes a 15 e 30 vezes maiores em relação aos valores iniciais. As

concentrações dos demais compostos nitrogenados também aumentaram com exceção

do íon amônio cujo valor diminuiu cerca de 3 vezes do valor inicial (Tabela 3).

Tabela 3: Valores dos compostos nitrogenados e de fósforo total (P-total) no

início e final do experimento.

Nutrientes

Nitrato

(mg L

-1

)

Nitrito

(mg L

-1

)

Amônio

(mg L

-1

)

N-org.

(mg L

-1

)

P-total

(µg L

-1

)

Inicial

0,20 0,02 0,24 0,34 20,45

Final

0,28 0,72 0,09 0,76 302,27

4.2.2. Experimento 2: Efeito da adição de nutrientes na decomposição do material

íntegro

Nas Figuras 25 e 26 estão representadas as cinéticas de consumo de oxigênio

dissolvido resultantes da mineralização aeróbia de detritos íntegros verdes (DV) e

senescentes (DS) de M. aquaticum a 16 e 25 ºC, respectivamente. Independente da

concentração de nutrientes adicionada ao meio e do tipo de fragmento, as curvas de

consumo de oxigênio acumulado para os tratamentos a 16 ºC mostraram um aumento

gradativo desde o início até o final do experimento (dia 80). No geral, nas câmaras de

mineralização a 25 ºC, o aumento do consumo de oxigênio dissolvido foi mais intenso

nos primeiros dias de experimento, porém assim como nos tratamentos a 16 ºC não

mostraram tendência a estabilização. Neste contexto, o maior consumo registrado de

oxigênio (OC

max

) foi 751,28 mg.g

-1

PS (NP*) e o menor 570,79 mg g

-1

PS (N*P) nos

tratamentos com detritos verdes e senescentes respectivamente.

Os coeficientes de desoxigenação (Tabela 4) obtidos a partir dos ajustes

cinéticos foram semelhantes nas câmaras de mineralização com detrito íntegro verde e

senescente, apresentando variação discreta de 0,008 (DS) a 0,012 dia

-1

(DV). Os t

1/2

variaram em média de 66 dias nos tratamentos com fragmentos verdes a 73 dias

naqueles com fragmentos senescentes. Para os tratamentos submetidos a 25 ºC também

foram verificadas variações discretas nos coeficientes de desoxigenação independente

da condição trófica e do tipo de fragmento. Os tempos de meia vida variaram de 35 a 47

dias (Tabela 5), caracterizando a decomposição da macrófita a 25 ºC como um processo

de curto prazo.

020406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P*(DV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P (DV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP (DV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

*(DV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

*P*(DS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P(DS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP(DS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP*(DS)

Figura 25: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização aeróbia

do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 16 ºC.

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

*P*(DV)

020406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P(DV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP(DV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP*(DV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P*(DS)

020406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P(DS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP(DS)

020406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP*(DS)

Figura 26: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização aeróbia

do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

As análises estatísticas (KW) não indicaram diferenças (p > 0,05) entre os

tratamentos submetidos à mesma temperatura (16 ou 25 ºC) independente do grau de

trofia. O mesmo resultado pôde ser verificado ao se considerar os valores de k

e da

composição química inicial (Tabela 2) de ambos os fragmentos que não mostraram

diferenças entre si. Nos tratamentos submetidos à maior temperatura o k

foi em média

1,8 vezes maior em relação aos tratamentos mantidos a 16 ºC (Tabela 6). A relação

entre os coeficientes de desoxigenação sob os incrementos na temperatura (Q

) variou

de 1,71 a 1,92 para os tratamentos com fragmentos verdes e senescentes

respectivamente.

Tabela 4: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 16 ºC.

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

: tempo

de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tratamentos OC

max

erro k

erro r

1/2

N*P* (DV)

635,10 0,00 0,011 0,000 0,98 62

N*P (DV)

567,09 26,91 0,012 0,001 0,99 55

NP (DV)

688,41 0,00 0,010 0,000 0,99 73

NP* (DV)

751,28 0,00 0,009 0,000 0,99 73

N*P* (DS)

587,98 0,00 0,010 0,000 0,98 71

N*P (DS)

570,79 0,00 0,011 0,000 0,98 66

NP (DS)

641,76 0,00 0,008 0,000 0,99 85

NP* (DS)

605,22 0,00 0,010 0,000 0,99 69

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

P* = alta concentração de fósforo (P – PO

Tabela 5: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da

mineralização aeróbia do detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) M.

aquaticum a 25 ºC. OC

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de

desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tratamentos OC

max

erro k

erro r

1/2

N*P* (DV)

635,10 17,96 0,019 0,001 0,99 36

N*P (DV)

621,61 21,08 0,018 0,001 0,99 39

NP (DV)

688,41 19,36 0,017 0,001 0,99 41

NP* (DV)

751,28 30,09 0,015 0,001 0,99 47

N*P* (DS)

587,98 15,20 0,020 0,001 0,99 35

N*P (DS)

570,79 20,70 0,019 0,001 0,99 36

NP (DS)

641,76 27,50 0,017 0,001 0,99 42

NP* (DS)

605,22 18,17 0,018 0,001 0,99 38

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

P* = alta concentração de fósforo (P – PO

Tabela 6: Valores médios de OC

max

, k

e t

1/2

para os tratamentos com

detrito íntegro verde e senescente em ambas as temperaturas 16 e 25 ºC,

desconsiderando o efeito da condição trófica. OC

max

= consumo máximo

de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida.

max

(mg g

-1

PS) k

(dia

-1

) t

1/2

(dia)

DV (16 ºC)

660,47 0,010 66

DS (16 ºC)

601,44 0,010 73

DV (25 ºC)

674,10 0,018 41

DS (25 ºC)

601,44 0,017 38

A evolução da condutividade elétrica durante os 80 dias de experimento (Figuras

27 e 28) mostrou, no geral, uma estabilização nos valores desta variável logo nos

primeiros dias. No entanto, nos tratamentos enriquecidos com altas concentrações de

nitrogênio e fósforo (N*P*) em ambas as temperaturas estudadas houve um aumento

nos valores iniciais seguido por um decaimento gradativo. Na menor temperatura os

valores máximos registrados para a condutividade elétrica ocorreram nesta condição

trófica: 492,0 µS cm

-1

(DV) e 476, 7 µS cm

-1

(DS) e os mínimos foram verificados no

início dos tratamentos enriquecidos com fósforo (NP*): 78,2 µS cm

-1

(DV e DS).

Ainda na temperatura de 16 ºC, as médias ± DP dos valores de condutividade elétrica

foram equivalentes a 440,6 ± 26,2; 146,1 ± 7,9; 107,9 ± 5,8; 108,7 ± 6,4 para as

incubações N*P*; N*P, NP e NP* respectivamente. O mesmo padrão foi observado nos

tratamentos a 25 ºC, cujas médias ± DP foram: 401,2 ± 41,8 µS cm

-1

(N*P*); 145,2 ±

8,8 µS cm

-1

(N*P); 111,1 ± 8,2 µS cm

-1

(NP) e 110,1 ± 8,4 µS cm

-1

(NP*).

As variações temporais do pH podem ser observadas nas Figuras 29 e 30. Os

valores iniciais oscilaram entre 4,41 (N*P*) a 5,20 (NP) e atingiram valores acima de 6

nos primeiros 4 e 10 dias de experimento nos tratamentos a 16 e 25 ºC, respectivamente.

A partir deste período os valores dessa variável foram pouco incrementados até o dia

80, caracterizando uma forte tendência a estabilização. Os valores médios ± DP a 16 ºC

apresentaram variação discreta de 6,53 ± 0,47 (N*P*) a 6,25 ± 0,37 (NP*) e na maior

temperatura os valores pouco variaram: 6,66 ± 0,57 (N*P*) a 6,19 ± 0,37 (NP*). No

geral, as incubações mantiveram-se ácidas na maior parte do período experimental.

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P*(DV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P(DV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo(dia)

NP(DV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*(DV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P*(DS)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P(DS)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP(DS)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*(DS)

Figura 27: Variação temporal da CE (µS cm

-1

) durante a mineralização aeróbia do

detrito íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 16 ºC.

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P*(DV)

020406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P(DV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP(DV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*(DV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

Condutividade (µ cm

-1

)

Tempo (dia)

*P*(DS)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P(DS)

020406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP(DS)

020406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*(DS)

Figura 28: Variação temporal da CE (µS cm

-1

) durante a mineralização aeróbia do detrito

íntegro verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

0 20406080

Tempo (dia)

*P*(DV)

0 20406080

Tempo (dia)

*P(DV)

020406080

Tempo(dia)

NP(DV)

0 20406080

Tempo (dia)

*(DV)

020406080

Tempo (dia)

*P*(DS)

0 20406080

Tempo (dia)

*P(DS)

0 20406080

Tempo (dia)

NP(DS)

0 20406080

Tempo (dia)

*(DS)

Figura 29: Variação temporal do pH durante as mineralização aeróbia do detrito íntegro

verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 16 ºC.

020406080

Tempo (dia)

*P*(DV)

020406080

Tempo (dia)

*P(DV)

0 20406080

Tempo (dia)

NP(DV)

0 20406080

Tempo (dia)

NP*(DV)

0 20406080

Tempo (dia)

*P*(DS)

0 20406080

Tempo (dia)

*P(DS)

0 20406080

Tempo (dia)

NP(DS)

0 20406080

Tempo (dia)

*(DS)

Figura 30: Variação temporal do pH durante as mineralização aeróbia do detritos íntegro

verde (DV) e senescente (DS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Os teores de celulose e lignina também foram semelhantes entre os tratamentos

em ambos os estágios fenológicos do detrito. As percentagens médias finais de celulose

e lignina (dia 80) nos tratamentos a 16 ºC foram equivalentes a 22,90 e 46,76% nos

ensaios que contemplaram os detritos verdes e 21,0 e 47,77% naqueles realizados com

detritos senescentes (Tabela 7). Nas câmaras submetidas a 25 ºC as médias para os

teores de celulose e lignina variaram de 20,23 a 21,25% e 58,43 a 53,16% na

mineralização dos fragmentos verdes e senescentes respectivamente. Em média, a

percentagem de lignina em relação à de celulose foi cerca de 2 vezes maior nos

tratamentos a 16 ºC e cerca de 2,7 vezes mais elevada nas câmaras de mineralização

submetidas a 25 ºC.

Tabela 7: Composição final do detrito íntegro em relação aos teores de celulose

e lignina nos tratamentos submetidos a 16 e 25 ºC.

16 ºC 25 ºC

Tratamentos % Celulose % Lignina % Celulose % Lignina

N*P* (DV)

21,23 44,32 20,77 61,70

N*P (DV)

22,80 45,11 18,11 57,38

NP (DV)

22,92 45,45 21,15 56,75

NP* (DV)

24,79 52,16 20,90 57,89

N*P* (DS)

20,05 49,31 21,33 52,62

N*P (DS)

23,59 49,73 19,71 52,72

NP (DS)

19,04 43,94 21,99 53,02

NP* (DS)

21,31 48,08 21,98 54,29

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

P* = alta concentração de fósforo (P – PO

Com relação aos nutrientes a percentagem de mineralização do nitrogênio variou

em média de 46,11 a 44,08 % (Tabela 8) nos tratamentos com detritos íntegros verdes e

senescentes a 16 ºC. Nas incubações mantidas a 25 ºC a variação também foi discreta de

41,12 (DV) a 48,24 % (DS). A percentagem média de fósforo imobilizado foi igual nos

tratamentos com detritos verdes e senescentes submetidos à menor temperatura e variou

pouco nas câmaras a 25 ºC: 37,74 (DV) a 42,58% (DS). As maiores percentagens de

nitrogênio e fósforo mineralizado (Tabelas 8) ocorreram nos tratamentos com detrito

senescente a 16 ºC (56,52 e 72,99%).

Tabela 8: Quantidades percentuais de nitrogênio e fósforo mineralizadas (Nm e

Pm) e imobilizadas (Nim e Pim) nos tratamentos com detrito íntegro submetidos

a 16 e 25 ºC.

Tratamentos Nm (%) Nim (%) Pm (%) Pim (%)

N*P* (DV)

46,76 53,24 66,06 33,94

N*P (DV)

46,30 53,70 65,53 34,47

NP (DV)

40,61 59,39 69,45 30,55

NP* (DV)

50,76 49,24 67,68 32,32

N*P* (DS)

31,72 68,28 68,71 31,29

N*P (DS)

56,52 43,48 61,32 38,68

NP (DS)

40,02 59,98 66,13 33,87

16 ºC

NP* (DS)

48,05 51,95 72,99 27,01

N*P* (DV)

41,13 58,87 62,57 37,43

N*P (DV)

33,05 66,95 57,49 42,51

NP (DV)

43,51 56,49 64,13 35,87

NP* (DV)

46,78 53,22 64,85 35,15

N*P* (DS)

51,30 48,70 55,59 44,41

N*P (DS)

45,67 54,33 60,08 39,92

NP (DS)

45,97 54,03 53,97 46,03

25 ºC

NP* (DS)

50,03 49,97 60,02 39,98

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

P* = alta concentração de fósforo (P – PO

4.2.3. Experimento 3: Efeito da adição de nutrientes na decomposição da matriz

lignocelulósica

Nas Figuras 31 e 32 estão representadas as cinéticas de consumo de oxigênio

resultantes da mineralização aeróbia de detritos particulados verdes e senescentes de M.

aquaticum submetidos a 16 e 25 ºC, respectivamente. Assim como o verificado no

Experimento 2 os tratamentos a 16 ºC apresentaram padrão semelhante ao longo dos 80

dias experimentais, com um consumo de oxigênio dissolvido crescente sem tendência a

estabilização. No geral, nos tratamentos a 25 ºC também foi verificado um aumento

gradativo no consumo de oxigênio dissolvido, embora neste caso, os valores finais

tenham sido mais elevados em relação às câmaras de mineralização mantidas a 16 ºC.

Para o ajuste cinético considerou-se como condição máxima de consumo de oxigênio

dissolvido as mineralizações das câmaras submetidas a 25 ºC, contendo detrito em

menor grau de decomposição (verde). Por esse critério, o maior consumo registrado de

oxigênio (OC

max

) foi 788,42 mg g

-1

PS nas câmaras com fragmentos verdes e o menor

336,73 mg g

-1

PS nos tratamentos com matriz lignocelulósica (ML) senescente.

A análise estatística de KW mostrou não haver diferenças significativas entre os

tratamentos independente das concentrações de nutrientes nas duas temperaturas a que

as câmaras de mineralização foram submetidas. Os k

foram semelhantes nos

tratamentos com ML verde em ambas as temperaturas, porém naqueles que

contemplaram os detritos senescentes, as câmaras com concentrações maiores de

fósforo em relação ao nitrogênio (NP*) apresentaram valores baixos de k

equivalentes

a 0,002 e 0,006 dia

-1

a 16 e 25 ºC respectivamente. Além disso, independente da

temperatura a decomposição da ML senescente apresentou maior variação nos valores

de k

Os k

médios nos tratamentos MV e MS a 16 ºC foram semelhantes (0,005 e

0,006 dia

-1

), enquanto que nos bioensaios a 25 ºC, houve uma variação discreta de

0,008 a 0,011 dia

-1

nos tratamentos MV e MS respectivamente. Com relação aos t

1/2

observou-se que em ambas as temperaturas nos tratamentos NP*com fragmento

senescente os valores foram elevados: 347 dias a 16 ºC e 116 dias a 25 ºC (Tabelas 9 e

10). Nas câmaras de mineralização MV e MS a 16 ºC estes valores foram em média

aproximadamente 1,6 e 2,3 vezes maiores comparados aquelas mantidas a 25 ºC (Tabela

11). O cálculo do Q

mostrou diferenças entre os tratamentos MV e MS com valores

variando de 1,68 a 1,96 para os tratamentos com fragmentos verdes e para aqueles com

fragmentos senescentes, respectivamente.

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P*(MV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P(MV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP(MV)

020406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP*(MV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P*(MS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Consumo de Oxigênio (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P(MS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP(MS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP*(MS)

Figura 31: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização aeróbia

da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 16 ºC.

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P*(MV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P(MV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP(MV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP*(MV)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P*(MS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P(MS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP(MS)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP*(MS)

Figura 32: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização aeróbia

da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Tabela 9: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 16

ºC. OC

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

tempo de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tratamentos OC

max

erro

erro r

1/2

N*P* (MV)

788,42 0,00 0,006 0,00 1,00 116

N*P (MV)

778,53 0,00 0,006 0,00 0,99 116

NP (MV)

788,42 0,00 0,005 0,00 0,99 139

NP* (MV)

788,42 0,00 0,004 0,00 0,99 173

N*P* (MS)

487,76 0,00 0,006 0,00 1,00 116

N*P (MS)

336,73 0,00 0,008 0,00 0,99 87

NP (MS)

359,37 0,00 0,007 0,00 0,99 99

NP* (MS)

725,65 0,00 0,002 0,00 0,99 347

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

); P* = alta concentração de

fósforo (P – PO

Tabela 10: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da

mineralização aeróbia da matriz lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de

M. aquaticum a 25 ºC. OC

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de

desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tratamentos OC

max

erro k

erro r

1/2

N*P* (MV)

788,42 26,36 0,009 0,000 1,00 77

N*P (MV)

778,54 15,78 0,008 0,000 1,00 87

NP (MV)

788,42 0,00 0,008 0,000 1,00 87

NP* (MV)

788,42 0,00 0,009 0,000 0,99 77

N*P* (MS)

487,76 16,80 0,011 0,000 1,00 63

N*P (MS)

336,73 5,54 0,014 0,000 1,00 50

NP (MS)

359,37 14,97 0,014 0,001 1,00 50

NP* (MS)

725,65 36,81 0,006 0,000 1,00 116

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

); P* = alta concentração de

fósforo (P – PO

Tabela 11: Valores médios de OC

max

, k

e t

1/2

para os tratamentos com

matriz lignocelulósica verde e senescente em ambas as temperaturas 16 e

25 ºC, desconsiderando o efeito da condição trófica. OC

max

= consumo

máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

: tempo de

meia vida

max

(mg g

-1

PS) k

(dia

-1

) t

1/2

(dia)

MV (16 ºC)

788,42 0,005 136

MS (16 ºC)

477,37 0,006 162

MV (25 ºC)

785,95 0,008 82

MS (25 ºC)

477,38 0,011 70

As variações temporais da condutividade elétrica (Figuras 33 e 34) a 16 ºC

mostraram o mesmo padrão nas mineralizações de M. aquaticum, com um pequeno

aumento em seus valores iniciais seguido por uma rápida tendência à estabilização. Nos

tratamentos N*P* foram registrados picos nos dias 39 e 60 (MV) e no dia 32 nas

incubações com fragmentos senescentes, embora no geral os valores tenham se mantido

estáveis no decorrer do experimento. Nesta condição trófica, na decomposição da ML

verde, por exemplo, houve uma variação de 459 a 534 µS cm

-1

. As médias ± DP desta

variável para cada uma das condições tróficas foram: 488,2 ± 18,2 (N*P*); 149,4 ± 9,1

(N*P); 110,7 ± 7,6 (NP) e 105,5 ± 10,2 µS cm

-1

(NP*).

Assim como nas mineralizações a 16 ºC, a condutividade elétrica seguiu um

mesmo padrão em todos os tratamentos a 25 ºC, com um pequeno aumento nos 10

primeiros dias, tendendo a estabilização. Nos tratamentos N*P* os valores desta

variável tenderam a diminuição a partir do dia 19 e 32 para as incubações com

fragmentos verdes e senescentes respectivamente. Em média os valores de CE para cada

condição trófica a 25 ºC foram: 489,4 ± 28,1 (N*P*); 145,6 ± 8,4 (N*P); 114,4 ± 8,3

(NP) e 109,8 ± 7,2 µS cm

-1

(NP*).

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

N*P*(MV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P (MV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP(MV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*(MV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P*(MS)

020406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P(MS)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP(MS)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*(MS)

Figura 33: Variação temporal da CE (µS cm

-1

) durante a mineralização aeróbia da matriz

lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 16 ºC.

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P*(MV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P(MV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP(MV)

020406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*(MV)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P*(MS)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P(MS)

0 20406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP(MS)

020406080

100

200

300

400

500

600

CE (µS cm

-1

)

Tempo (dia)

*(MS)

Figura 34: Variação temporal da CE (µS cm

-1

) durante a mineralização aeróbia da matriz

lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Com relação ao pH (Figuras 35 e 36), houve um aumento significativo no início

em todos os tratamentos independente da temperatura e do tipo de fragmento, seguido

por uma estabilização em média a partir do dia 26. Os valores máximos e mínimos de

pH para os tratamentos submetidos a menor e maior temperatura foram semelhantes e

variaram de 4,96 a 7,06 (16 ºC) e 4,98 a 7,37 (25 ºC). Os menores valores desta variável

foram registrados, no geral, nos primeiros 10 dias de experimento. Em média, o maior

pH ocorreu no tratamento N*P* e variou de 6,53 ± 0,52 a 6,34 ± 0,42, nas incubações a

16 e 25 ºC, respectivamente. Na condição trófica NP*, a média ± DP desta variável foi

igual em ambas as temperaturas: 5,95 ± 0,42. No geral, o meio manteve-se ácido com

tendência a neutralidade no final do experimento.

As percentagens de celulose e lignina foram semelhantes entre os tratamentos a

16 e 25 ºC na decomposição dos dois tipos de fragmentos (MV e MS). As percentagens

médias finais de celulose e lignina (dia 80) nos tratamentos a 16 ºC foram equivalentes

a 25,43 ± 0,11 e 52,35 ± 1,70 % nos ensaios que contemplaram a matriz lignocelulósica

verde e 26,82 ± 0,38 % e 46,74 ± 1,20 % naqueles realizados com ML senescente

(Tabela 12). Nas câmaras submetidas a 25 ºC as médias para os teores de celulose e

lignina foram 25,12 ± 0,19e 58,85 ± 1,63 % e 25,14 ± 0,32 e 49,43 ± 1,32 % nas

mineralizações dos fragmentos verdes e senescentes respectivamente. Em média, a

percentagem de lignina em relação à de celulose foi cerca de 2 vezes maior nos

tratamentos a 16 e 25 ºC.

020406080

Tempo (dia)

*P*(MV)

0 20406080

Tempo (dia)

*P(MV)

0 20406080

Tempo (dia)

NP(MV)

0 20406080

Tempo (dia)

*(MV)

0 20406080

Tempo (dia)

*P*(MS)

0 20406080

Tempo (dia)

*P(MS)

0 20406080

Tempo (dia)

NP(MS)

0 20406080

Tempo (dia)

*(MS)

Figura 35: Variação temporal do pH durante a mineralização aeróbia da matriz

lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 16 ºC.

020406080

Tempo (dia)

*P*(MV)

0 20406080

Tempo (dia)

*P(MV)

0 20406080

Tempo (dia)

NP(MV)

0 20406080

Tempo (dia)

*(MV)

0 20406080

Tempo (dia)

*P*(MS)

0 20406080

Tempo (dia)

*P(MS)

020406080

Tempo (dia)

NP(MS)

0 20406080

Tempo (dia)

*(MS)

Figura 36: Variação temporal do pH durante as mineralização aeróbia da matriz

lignocelulósica verde (MV) e senescente (MS) de M. aquaticum a 25 ºC.

Tabela 12: Composição final da matriz lignocelulósica em relação aos teores

de celulose e lignina nos tratamentos a 16 e 25 ºC.

16 ºC 25 ºC

Tratamentos % Celulose % Lignina % Celulose % Lignina

N*P* (MV)

25,47 54,26 24,95 57,64

N*P (MV)

25,26 50,98 25,20 59,97

NP (MV)

25,47 53,31 25,35 60,50

NP* (MV)

25,50 50,85 24,99 57,27

N*P* (MS)

26,79 48,52 24,68 49,82

N*P (MS)

26,62 46,14 25,37 50,76

NP (MS)

27,36 46,35 25,14 47,62

NP* (MS)

26,51 45,96 25,36 49,51

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

P* = alta concentração de fósforo (P – PO

Com relação aos nutrientes (Tabela 13), verificou-se no final do experimento

uma alta percentagem de imobilização de N e P a 16 ºC nos tratamentos MV com

baixa concentração de nitrogênio (NP*) cujo valor de nitrogênio imobilizado foi de

98,52%, e no tratamento com baixas concentrações de nitrogênio e fósforo (NP) e

detrito senescente cuja percentagem de imobilização do fósforo foi equivalente a

100%.

Em termos de nitrogênio mineralizado (Nm), os valores médios ± DP a 16 e 25

ºC foram 13,25±8,97 e 22,23±6,22 % para o tratamento MV e 19,87 ±7,59 e 19,28±2,6

% para aqueles com fragmento senescente. A percentagem de fósforo mineralizado,

por sua vez foi maior e variou em média de 46,38 ± 11,48 a 52,97 ±15,72 para a ML

verde e de 17,24 ±5,98 a 34,17 nas câmaras de mineralização com planta senescente a

16 e 25 ºC respectivamente.

Tabela 13: Quantidades percentuais de nitrogênio e fósforo mineralizadas (Nm e

Pm) e imobilizadas (Nim e Pim) nos tratamentos com matriz lignocelulósica a

16 e 25 ºC.

Tratamentos Nm (%) Nim (%) Pm (%) Pim (%)

N*P* (MV)

21,09 78,91 29,20 70,80

N*P (MV)

19,32 80,68 51,36 48,64

NP (MV)

11,10 88,90 51,92 48,08

NP* (MV)

1,48 98,52 53,05 46,95

N*P* (MS)

15,02 84,98 9,95 90,05

N*P (MS)

14,88 85,12 21,92 78,08

NP (MS)

18,61 81,39 0,00 100,00

16 ºC

NP* (MS)

30,95 69,05 37,08 62,92

N*P* (MV)

29,32 70,68 29,43 70,57

N*P (MV)

23,57 76,43 59,89 40,11

NP (MV)

21,77 78,23 60,44 39,56

NP* (MV)

14,25 85,75 62,10 37,90

N*P* (MS)

22,47 77,53 26,24 73,76

N*P (MS)

16,23 83,77 51,55 48,45

NP (MS)

18,59 81,41 22,98 77,02

25 ºC

NP* (MS)

19,81 80,19 35,89 64,11

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

P* = alta concentração de fósforo (P – PO

4.2.3.1. Efeito da composição química na decomposição de M. aquaticum

Para comparação do processo de mineralização em relação à composição

química do detrito, utilizou-se a média entre os tratamentos com detrito íntegro

independente da concentração de nutrientes; o mesmo foi feito para os tratamentos que

contemplaram a decomposição da matriz lignocelulósica (Figura 37). Para o ajuste

cinético considerou-se como condição máxima de consumo de oxigênio dissolvido as

mineralizações das câmaras submetidas a 25 ºC, contendo detrito íntegro em menor

grau de decomposição (verde). Por esse critério, o maior consumo registrado de

oxigênio (OC

máx

) foi 670,62 mg g

-1

PS, adotado também nas mineralizações ocorridas

nas seguintes condições: DV 16 ºC; DV 25 ºC; MV 16 ºC; MV 25 ºC e o menor 473,73

mg g

-1

PS nos tratamentos: MS 16 ºC; MS 25 ºC (p > 0,05). A cinética do consumo de

oxigênio dissolvido seguiu o mesmo padrão na mineralização aeróbia dos detritos

íntegros (verde e senescente) em ambas as temperaturas e caracterizou-se por um

aumento gradual nos dias inicias não havendo tendência a estabilização. Na

mineralização da ML o consumo de oxigênio dissolvido também foi gradativo e

crescente, embora o OC

max

em média tenha sido menor em relação aos tratamentos com

detritos íntegros. Os coeficientes de desoxigenação variaram de 0,0058 dia

-1

tratamento MS submetido a 16 ºC a 0,0185 dia

-1

DS mantidos a 25 ºC e o tempo de meia

vida de 120 a 38 dias respectivamente (Tabela 14).

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

020406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

Figura 37: Médias das cinéticas do consumo de oxigênio acumulado durante a

mineralização de M. aquaticum obtidas a partir dos experimentos 2 e 3 .

Tabela 14: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia de M. aquaticum. OC

max

= consumo máximo de oxigênio; k

= coeficiente de

desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida; r

= coeficiente de determinação.

Tratamentos OC

máx

erro k

erro r

1/2

DV 16 ºC

670,62 - 0,0103 0,0001 0,99 67

DS 16 ºC

599,99 - 0,0096 0,0001 0,99 72

DV 25 ºC

670,62 21,36 0,0171 0,0009 0,99 41

DS 25 ºC

599,99 19,66 0,0185 0,0010 0,99 38

MV 16 ºC

670,62 - 0,0063 0,0001 1,00 111

MS 16 ºC

433,73 - 0,0058 0,0001 0,99 120

MV 25 ºC

670,62 - 0,0105 0,0001 1,00 66

MS 25 ºC

433,73 13,39 0,0109 0,0005 1,00 63

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

P* = alta concentração de fósforo (P – PO

As análises estatísticas de KW não indicaram diferenças (p > 0,05) entre os

tratamentos submetidos à mesma temperatura e tipo de detrito (íntegros e matriz

lignocelulósica). O mesmo resultado pôde ser verificado a partir dos valores de k

Numa mesma condição de temperatura e tipo de fragmento (verde ou senescente), o k

foi aproximadamente 2 vezes maior nos tratamentos com detritos íntegros em relação

aqueles com matriz lignocelulósica, que apresentou maior relação C:P (variando de

2139 a 2180) e menores quantidades de lignina (variando de 37,08 a 42,76 %) em sua

composição química inicial (Tabela 2).

Os cálculos para a obtenção do Q

mostraram similaridade entre os tratamentos,

independente do tipo do detrito (íntegro e matriz lignocelulósica), porém, diferença em

relação ao estágio fenológico da planta (verde ou senescente); os valores variaram de

1,75 a 2,06.

Cerca de 44,3% do nitrogênio foi mineralizado nos tratamentos com detritos

íntegros, sendo somente 18,65% a quantidade mineralizada nos tratamentos com matriz

lignocelulósica. A estequiometria global O/N mostrou um gasto maior de oxigênio no

processo de mineralização do nitrogênio para as formas inorgânicas (nitrificação) nos

tratamentos com detritos íntegros (média = 1%) em relação aos tratamentos com matriz

lignocelulósica (média = 0,6%).

4.2.4. Experimento 4: Efeito da adição de azida sódica

Na Figura 38 estão apresentadas as cinéticas de consumo de oxigênio dissolvido

da mineralização aeróbia de detritos íntegros de M. aquaticum, na presença de um

inibidor do crescimento bacteriano (azida sódica 0,5%). Em ambas as temperaturas,

houve tendência a estabilização a partir dos primeiros 6 dias de experimento. Nos

tratamentos a 16 ºC foram verificadas variações discretas nos valores de OC

max

(39,93 a

47,30 mg g

-1

PS; Tabela 15), enquanto que nas incubações mantidas a 25 ºC esse

parâmetro variou de 29,06 (NP) a 58,50 mg g

-1

(N*P*). Em média esses valores foram

semelhantes nas duas temperaturas: 44,18 e 45,69 mg g

-1

a 16 e 25 ºC respectivamente.

Os coeficientes de desoxigenação variaram de 0,034 (NP) a 0,060 dia

-1

(N*P*) na

menor temperatura e de 0,060 (N*P*) a 0,159 dia

-1

(NP) nos tratamentos a 25 ºC. Em

média, os valores de k

foram cerca de 2 vezes maior nos tratamentos a 25 ºC (t

1/2

= 8

dias).

A variação temporal da condutividade elétrica (Figura 39) apresentou um

mesmo padrão em todos os tratamentos com uma diminuição gradual até o final do

experimento. Nas câmaras de mineralização a 25 ºC, observou-se uma maior variação

nos valores desta variável ao longo do período experimental. Em média, o valor

máximo e mínimo foi de 7,62 ± 0,33 mS cm

-1

(N*P*) a 16 ºC e de 6,65 ± 0,60 mS cm

-1

(N*P*) a 25 ºC nas câmaras que contemplaram a mineralização dos detritos senescentes

e verdes respectivamente.

Com relação ao pH (Figura 40), nas câmaras com menor concentração de

fósforo os valores desta variável decresceram cerca de 7,5 a 10,6% do valor inicial,

enquanto que nos tratamentos N*P* a condutividade elétrica aumentou de 0,3 a 3% e

assim como as incubações NP estes valores foram estabilizados em média no 3º dia.

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P* (DV)

azida

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP (DV)

azida

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P* (DS)

azida

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP (DS)

azida

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P* (DV)

azida

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP (DV)

azida

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

N*P* (DS)

azida

0 20406080

200

400

600

800

1000

Oxigênio acumulado (mg g

-1

)

Tempo (dia)

NP (DS)

azida

Figura 38: Cinética do consumo de oxigênio acumulado durante a mineralização aeróbia

do M. aquaticum verde e senescente a 16 e 25 ºC com adição de azida sódica.

020406080

CE (mS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P* (DV)

azida

0 20406080

Condutividade (mS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP (DV)

azida

020406080

CE (mS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P* (DS)

azida

0 20406080

Condutividade (mS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP (DS)

azida

0 20406080

CE (mS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P* (DV)

azida

0 20406080

Condutividade (mS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP (DV)

azida

0 20406080

CE (mS cm

-1

)

Tempo (dia)

*P* (DS)

azida

0 20406080

Condutividade (mS cm

-1

)

Tempo (dia)

NP (DS)

azida

Figura 39: Variação temporal da CE (mS cm

-1

) durante a mineralização aeróbia do detrito

íntegro verde e senescente de M. aquaticum a 16 e 25 ºC com adição de azida sódica.

0 20406080

Tempo (dia)

*P* (DV)

azida

0 20406080

Tempo (dia)

NP (DV)

azida

0 20406080

Tempo (dia)

*P* (DS)

azida

0 20406080

Tempo (dia)

NP (DS)

azida

020406080

Tempo (dia)

*P* (DV)

azida

0 20406080

Tempo (dia)

NP (DV)

azida

020406080

Tempo (dia)

*P* (DS)

azida

0 20406080

Tempo (dia)

NP (DS)

azida

Figura 40: Variação temporal do pH durante a mineralização aeróbia do detrito íntegro

verde e senescente de M. aquaticum a 16 e 25 ºC com adição de azida sódica.

Tabela 15: Parâmetros obtidos a partir dos ajustes do modelo cinético da mineralização

aeróbia de M. aquaticum a de 16 e 25 ºC com adição de azida sódica. OC

max

= consumo

máximo de oxigênio; k

= coeficiente de desoxigenação; t

1/2

: tempo de meia vida; r

coeficiente de determinação.

Tratamentos OC

máx

erro K

erro r

1/2

16 ºC

N*P* (DV)

47,30 0,66 0,046 0,002 0,99 15

NP (DV)

43,01 0,41 0,060 0,002 0,99 12

N*P* (DS)

39,93 0,71 0,044 0,002 0,98 16

NP (DS)

46,49 1,05 0,034 0,002 0,98 20

25 ºC

N*P* (DV)

58,50 0,75 0,079 0,004 0,97 9

NP (DV)

49,29 0,64 0,098 0,001 0,96 7

N*P* (DS)

45,91 1,40 0,060 0,006 0,89 12

NP (DS)

29,06 0,33 0,159 0,010 0,96 4

N* = alta concentração de nitrogênio (N – NO

P* = alta concentração de fósforo (P – PO

5. Discussão

5.1. Variáveis limnológicas do reservatório do Monjolinho e de seus trechos a

montante e a jusante

As alterações na qualidade da água de um corpo d’água são adequadamente

diagnosticadas através de monitoramentos limnológicos, que consistem em determinar

periodicamente as características físicas, químicas e biológicas de um recurso hídrico,

tendo em vista caracterizar esse recurso frente aos distintos usos e identificar as causas

de eventuais degradações. As variáveis físicas que determinam as características da

água são: cor, turbidez, sabor, odor e temperatura, enquanto que as características

químicas são determinadas pela presença de substâncias (orgânicas ou inorgânicas)

provenientes das áreas adjacentes, por onde a água passou ou mesmo recebeu alguma

contribuição (e.g. tributários, galerias de águas pluviais).

As características dos sistemas aquáticos são determinadas espacialmente e

temporalmente pelas condições climáticas, geomorfológicas e geoquímicas

prevalecentes na bacia de drenagem, bem como por intervenções antrópicas, como o

desmatamento de áreas adjacentes aos corpos d’água (SALATI e LEMOS, 2002). O

desmatamento excessivo na bacia hidrográfica provoca perdas da estabilidade

proporcionada pelas raízes das plantas, da matéria orgânica no solo e da cobertura

vegetal, bem como, a lixiviação dos nutrientes, o que resulta em aumento do material

em suspensão no corpo d’água em períodos chuvosos (SÉ, 1992).

As maiores concentrações de material em suspensão, verificadas a partir de

setembro/2007 a fevereiro/2008, provavelmente estiveram relacionadas às ocorrências

de chuvas no período; pelo aporte de material (particulado e coloidal) proveniente do

escoamento superficial da bacia de drenagem e tributários do rio do Monjolinho. Esse

mesmo padrão, com maiores quantidades de material em suspensão total na água no

período chuvoso foi verificado por Nogueira (1990). A concentração de sólidos nos

sistemas aquáticos está intimamente relacionada; i) à precipitação que tem como

conseqüências a erosão e o incremento do escoamento superficial; ii) à pedologia da

área; iii) à tipologia da vegetação; iv) a presença de trechos de corredeiras e v) as causas

antrópicas (SALAMI, 1996; BARRETO, 1999). Como conseqüência do incremento de

material em suspensão nos corpos d’água pode-se citar a limitação da penetração de

energia luminosa, que dependendo da quantidade, pode interferir no balanço de

oxigênio dissolvido, devido à diminuição dos processos fotossintéticos (SALAMI,

1996). Dependendo da composição, o material em suspensão aduzido pode alterar a

disponibilidade de elementos no meio pela dissolução, complexação e adsorção.

Segundo CONAMA 357/05, o valor limite para resíduos dissolvidos totais é de no

máximo 500 mg L

-1

para as Classes 1 e 2, e portanto, os pontos estudados apresentaram

valores abaixo desse limite.

A presença de sólidos em suspensão (em média) no corpo d’água (partículas

inorgânicas e detritos orgânicos) determinou em parte a turbidez nos pontos P1, P2 e P3

(r = 0,71). A turbidez da água consiste no grau de atenuação de intensidade que um

feixe de luz sofre ao atravessá-la (CETESB, 2007). Em relação a essa variável,

observou-se um padrão sazonal, com baixos valores de fevereiro a agosto/2007. A partir

de setembro foi verificado um incremento gradual na turbidez até fevereiro/2008,

quando as concentrações tenderam a diminuir novamente. De acordo com Barreto

(1999), uma possível causa para o aumento na turbidez é o revolvimento dos

sedimentos de fundo e o carreamento de material alóctone para o corpo d’água, em

geral, em épocas de precipitações. No final do verão os P2 e P3 apresentaram valores

máximos de turbidez provavelmente devido as chuvas nesse período (161,2 mm em

janeiro; Anexo 11). A jusante do P3, o valor de turbidez encontrado por Campagna

(2005) foi 10 UNT no mês de outubro, valor 2 vezes menor em relação ao verificado no

P3 nesse mesmo mês (19,15 UNT). Segundo Chapman e Kimstach (1992), em períodos

de estiagem é possível também a ocorrência de turbidez elevada; nesse caso,

freqüentemente em função da intervenção antrópica (e.g. despejos de esgotos), uma vez

que o aumento dos níveis de turbidez decorre da poluição de corpos d’água com

incrementos nas concentrações de matéria orgânica. A esse respeito, no caso do trecho

selecionado do rio do Monjolinho foram observados incrementos pouco significativos

nos valores de turbidez, mas que excedem os valores preconizados pela legislação

CONAMA 357/05 (valor máximo para corpos d’água Classe 1 = 40 UNT).

A temperatura é um fator importante na medida em que esta variável atua direta

e indiretamente nas propriedades físicas e nos processos químicos da coluna d’água

(ESTEVES, 1995). A temperatura superficial é influenciada por fatores tais como

latitude, altitude, estação do ano, período do dia e profundidade. A variação horária

ocorrida entre o intervalo da primeira e última estação de amostragem pode explicar o

registro de pequenas diferenças na temperatura da água entre os pontos amostrais. As

variações da temperatura das águas do rio do Monjolinho e do reservatório caracterizam

a tendência sazonal de ambientes mais quentes durante o verão e mais frios no inverno.

Em geral, as temperaturas dos sistemas lênticos são mais elevadas devido à menor

turbulência em relação aos trechos de águas mais correntes, implicando num maior

armazenamento de calor e menor troca com a atmosfera (SÉ, 1992). Observou-se

variação temporal da temperatura, porém, essa tendência não foi observada

espacialmente. A montante de P1 após a nascente Salami (1996) verificou um valor

médio de 18,0 ºC durante a seca e de 21,8 ºC no período chuvoso. Nos trechos do rio do

Monjolinho não houve tendência a maiores temperaturas em P1 (mais exposto à

radiação solar direta pela ausência de vegetação ripária) do que P3 que está localizado a

montante da barragem do reservatório com trechos de vegetação ripária em seu entorno.

Salami (1996) sugere que devido ao tempo pequeno de residência e a elevada

velocidade de escoamento das águas este efeito pode não ser observado. Não há

legislação valor de referência para essa variável; contudo, há índices (e.g. IQA) que

consideram a variação de temperatura em um determinado ponto (e.g. efluentes de

sistema de resfriamento) em função da temperatura das águas em local não susceptível a

interferências.

A temperatura e a pressão parcial do oxigênio na água atuam diretamente na

solubilidade do oxigênio (ALLAN, 1995). A concentração de oxigênio dissolvido (OD)

nos sistemas aquáticos depende de fatores físicos, químicos e biológicos como a

fotossíntese e a respiração associada à oxidação bioquímica da matéria orgânica por

microrganismos (ESTEVES, 1995). As concentrações de OD em P1 foram diferentes de

P2 e de P3; de fato, P1 foi o ponto em que foram registradas menores concentrações de

OD no período. Os maiores valores de OD verificados em P3 podem ser explicados pela

oxigenação das águas que são liberadas do reservatório através de vertedouro situado

em região superficial da barragem. O mesmo não foi observado por Okano (1994) que

registrou valores menos elevados nesse local comparados aos encontrados na região

litorânea da represa. Por se tratar de um sistema lêntico, as concentrações de OD no

reservatório (P2) provavelmente refletiram as demandas geradas pela oxidação da

matéria orgânica e as aduções promovidas pela fotossíntese; as concentrações mais

baixas verificadas no rio do Monjolinho a montante do reservatório (P1) possivelmente

refiram-se ao menor predomínio dos processos de aeração (devido à turbulência das

águas) sobre os de oxidação da matéria orgânica aduzida de eventuais fontes difusas.

A amplitude de variação das concentrações de OD no reservatório (P2) foi

menor que as obtidas em estudos pretéritos: de 3,31 a 9,05 mg L

-1

(NOGUEIRA, 1990);

de 3,25 a 10,45 mg L

-1

(OKANO, 1994) e de 1,00 a 5,23 mg L

-1

(PAMPLIM, 1995). O

reservatório mostrou-se relativamente bem oxigenado (acima de 5 mg L

-1

) durante o

período estudado, sendo o baixo tempo de permanência da água no sistema um dos

possíveis fatores que podem ter contribuído para isso.

As concentrações mais elevadas de OD ocorreram nos meses mais frios,

demonstrando a correlação negativa entre essa variável e a temperatura (r = 0,55) e,

portanto a influência desta na solubilidade do oxigênio. No reservatório (P2), as

concentrações de oxigênio dissolvido foram maiores durante os períodos de seca (junho

a agosto/07 e maio a agosto/08). Esse ambiente por apresentar características lênticas

admite maior atividade fotossintética em relação aos P1 e P3, incrementando assim as

concentrações de OD. Entretanto, a concentração encontrada nesse estudo foi ca. 2

vezes maior (julho/2008) que a obtida em média por Fusari (2006) nesse mesmo local

na época de estiagem. Concentrações elevadas de oxigênio podem estar relacionadas à

turbulência, as taxas elevadas de fotossíntese e baixa demanda por OD pela comunidade

aquática heterotrófica. Valores elevados sugerem, também, pouca influência de

efluentes, uma vez que acentuadas quantidades de matéria orgânica e de nutrientes

aumentam a atividade bacteriana e conseqüentemente o consumo do OD disponível

(CHAPMAN e KIMSTACH, 1992; VON SPERLING, 1996). Nos pontos selecionados

não foram verificados valores médios abaixo do estabelecido pela legislação CONAMA

357/05 (limite mínimo igual a 5 mg L

-1

para corpos de água Classe 2).

Em geral a DBO está associada às concentrações de N e P dos sistemas lênticos

e lóticos. A temperatura, a turbulência, a população biológica envolvida no processo e a

concentração de matéria orgânica podem influenciar nessa demanda (BARRETO,

1999). O P1 apresentou concentrações de DBO

significativamente diferente de P2,

indicando uma distinção metabólica entre os sistemas lóticos e lênticos. Os maiores

valores dessa variável ocorreram no reservatório (P2), indicando uma semelhança com o

estudo de Nogueira (1990) nesse reservatório, cujos valores elevados de DBO

coincidiram com picos de abundância máxima de fitoplâncton.

Nas coletas de outubro a dezembro/07 observou-se grande turbulência das águas

na região da barragem do reservatório causada por fortes ventos, este fato pode ter

relação com as concentrações elevadas de DBO

obtidos nesses meses, devido, por

exemplo, a resuspensão de sedimentos. Em agosto e setembro/07 o índice pluviométrico

foi nulo (0,0 mm), gerando baixas quantidades de compostos particulados e dissolvidos

e conseqüentemente baixas DBO

em P1 e P3, ao contrário do registrado nos meses de

janeiro a abril/08 em que o índice pluviométrico foi elevado e as concentrações de DBO

baixas, sugerindo o baixo aporte de matéria orgânica no sistema em relação a

capacidade de diluição. As concentrações mais elevadas de DBO em P2 relacionam-se

provavelmente as características hidráulicas do reservatório; por ser uma região lêntica,

suas águas comportam uma maior concentração de biomassa algal. Assim, essa

comunidade pode ter subsidiado o aporte de matéria orgânica lábil às amostras de água,

incrementando assim os valores, esse mesmo processo pode explicar os valores

elevados registrados nos meses de julho e agosto/08, já que as chuvas foram escassas

nesse período. De acordo com o CONAMA 357/05, o limite máximo de DBO

é 5 mg

-1

(Classe 2), indicando que, em média, as amostras coletadas em P1, P2 e P3

enquadram se nessa classe.

O pH influencia diretamente os ecossistemas aquáticos naturais através de seus

efeitos sobre a fisiologia das diversas espécies. Sob determinadas condições de pH pode

ocorrer a precipitação ou dissolução de compostos ou elementos tóxicos, tais como os

metais (CETESB, 2007). Segundo Hynes (1970), a variação do pH ocorre em função do

conteúdo de ácido carbônico, bicarbonatos, carbonatos e ácidos fortemente dissociáveis.

Neste estudo foi verificado uma correlação negativa entre esta variável e as

concentrações de carbono inorgânico (r = 0,59) em todos os pontos estudados. Os

pontos selecionados apresentaram águas predominantemente ácidas, embora, em certas

ocasiões, águas neutras, sendo no P3 observado o maior valor de pH. A amplitude de

variação do pH no reservatório (P2) foi menor que as registradas em inventários

anteriores: de 5,50 a 7,60 mg L

-1

(NOGUEIRA, 1990); de 6,30 a 8,30 mg L

-1

(OKANO,

1994) e de 5,08 a 6,81 mg L

-1

(PAMPLIM, 1995). As águas do reservatório e dos

trechos do rio mostraram tendência à acidez em ambos os períodos de coleta (chuvoso e

estiagem). Durante o período de seca, na região da nascente do rio do Monjolinho (a

montante de P1) foi registrado por Campagna (2005) um valor (médio) baixo de pH

(5,47); supõe-se que a acidez das águas da nascente deve-se à decomposição da matéria

orgânica proveniente da vegetação do entorno que torna o meio ácido pela liberação do

gás carbônico (SALAMI, 1996) ou pelo afloramento de água em solos ácidos.

As restrições de faixas de pH são estabelecidas para as diversas classes de águas

naturais de acordo com o CONAMA (357/05). Os critérios de manutenção à vida

aquática fixam o pH entre 6 e 9, e portanto os valores registrados estão adequados a

legislação federal.

Nos ecossistemas aquáticos a maior parte do carbono encontra-se na forma

inorgânica, em equilíbrio com os produtos do acido carbônico. Apenas pequena parcela

ocorre na forma orgânica e uma menor fração, como constituinte da biota (WETZEL,

1983). De forma geral foi possível verificar a predominância das formas inorgânicas de

carbono. Os maiores valores de CO e CI ocorreram na estiagem, sugerindo um efeito

diluidor provocado pelas chuvas. No verão, as baixas concentrações de carbono

inorgânico provavelmente estejam relacionadas às altas temperaturas e menor

solubilidade dos gases.

A CE da água fornece informações sobre o metabolismo do ecossistema

aquático e dos fenômenos que ocorrem na bacia de drenagem (ESTEVES, 1995). Os

valores de CE em todos os pontos e durante todo o período abrangido por esse

levantamento sempre estiveram abaixo de 100 µS cm

-1

(valor aludido pela CETESB

(2007) como indicador de ambiente impactado). Provavelmente os valores altos de

condutividade estejam relacionados à concentração do íon nitrato (em fevereiro, março

e abril) e amônio (em outubro). A respeito de P1 e P3 representarem trechos de rio, no

geral, os valores de condutividade elétrica acusaram variações semelhantes às

verificadas no reservatório (P2), sugerindo que em função da predominância dos breves

tempos de residência e do regime turbulento, os fatores hidrodinâmicos condicionantes

da distribuição dos elementos no rio do Monjolinho também prevaleçam no

reservatório. Não foram observadas diferenças acentuadas, embora tenha ocorrido

tendência dos valores serem mais baixos durante as chuvas, devido à diluição

(PELAÉZ-RODRIGUÉZ, 2001). A amplitude de variação dos valores de CE no

reservatório (P2) foi maior que as registradas por Okano (1994): de 40,7 a 59,4 µS cm

-1

e Pamplim (1995): de 31 a 36 µS cm

-1

e menor que a verificada por Nogueira (1990): de

10,8 a 62,7 µS cm

-1

Os valores de CE previamente registrados a montante de P1, nos períodos de

chuva e estiagem, foram em média: 21 e 11 µS cm

-1

(PELAÉZ-RODRIGUÉZ, 2001),

24 e 21 µS cm

-1

(PERES, 2002), 8 e 9 µS cm

-1

(CAMPAGNA, 2005) e 8 e 11 µS cm

-1

(VIANA, 2005). Os valores baixos de CE verificados próximos à região da nascente

podem ser explicados pela influência das águas subterrâneas com baixas concentrações

de eletrólitos e devido à existência de uma pequena área de mata ciliar capaz de

absorver parte dos íons que poderiam ser carreados para as águas do reservatório

(BARRETO, 1999). Os valores de CE determinados em P1, P2 e P3 foram elevados em

relação aos valores registrados em locais próximo da nascente, sugerindo que estejam

relacionados aos reduzidos trechos de mata ciliar e ao aporte de efluentes

domésticos/rurais (SÉ, 1992; MENDES, 1996; PERES, 2002). Desse modo, a CE tende

a ser mais elevada neste do que em outros rios da região (VIANA, 2005), porém, em

nenhum dos locais selecionados as amostras apresentaram valores acima do

recomendado.

O nitrato e o íon amônio assumem grande importância nos ecossistemas

aquáticos, na medida em que representam as principais fontes de nitrogênio para os

produtores primários (ESTEVES, 1995). As concentrações de nitrato foram

inversamente proporcionais a variável temperatura (r = -0,46) e os valores mais altos

sugerem a predominância de oxidação biológica de compostos nitrogenados reduzidos.

Elevadas variações de nitrato (5,8 a 113,6 µg L

-1

) foram registradas previamente nesse

reservatório (NOGUEIRA, 1990), identificando um padrão sazonal na variação

temporal das concentrações de nitrato. No presente estudo também foi possível verificar

um padrão sazonal, com os maiores teores de nitrato ocorrendo nos meses de junho a

novembro/07 e julho a agosto/08. De acordo com os valores máximos e mínimos de

nitrato o ambiente é definido como oligotrófico segundo índice de estado trófico

descrito por Vollenweider (1968).

As concentrações altas de nitrato estiveram associadas à entrada de material

alóctone e/ou ao predomínio da nitrificação sobre a amonificação, com redução das

concentrações de oxigênio pelas bactérias nitrificantes, na medida em que se trata de um

processo essencialmente aeróbio e como tal, ocorre somente nas regiões onde há

oxigênio dissolvido (ESTEVES, 1995). Por outro lado, as concentrações podem ter

permanecido elevadas em função da assimilação preferencial do íon amônio.

De acordo com Chapman e Kimstach (1992) em áreas não impactadas por

atividades antropogênicas, as concentrações de nitrato raramente ultrapassam o valor de

100 µg L

-1

, enquanto que em locais que sofrem os efeitos dessas atividades tais

concentrações podem até atingir valores acima de 5000 µg L

-1

e raramente abaixo de

1000 µg L

-1

. Embora esse ambiente seja caracterizado como freqüentemente afetado por

ações antrópicas, as concentrações de nitrato não se apresentaram acima do limite

recomendado pelo CONAMA 357/05 (10 mg L

-1

) em nenhum dos pontos de

amostragem.

O nitrito é encontrado em baixas concentrações notadamente em ambientes

oxigenados e representa uma fase intermediária entre a amônia (forma mais reduzida) e

nitrato (forma mais oxidada). Em adição, o nitrito pode mediar a oxidação do amônio

em meio anaeróbio. Em concentrações altas, o nitrito é extremamente tóxico a maioria

dos organismos aquáticos (ESTEVES, 1995). Registrou-se diferença significativa entre

P1 e os pontos P2 e P3. O trecho a montante do reservatório do Monjolinho (P1) sempre

apresentou concentrações mais elevadas de nitrito (exceto em janeiro) que o

reservatório (P2) e o trecho a jusante (P3). Nesse caso, embora o reservatório

apresentasse normalmente tempo de residência baixo, se supõe que esteja favorecendo

os processos de oxidação do nitrito, basicamente em virtude do aporte suplementar de

oxigênio decorrente da produção primária fitoplanctônica.

De acordo com Chapman e Kimstach (1992), as concentrações de nitrito,

geralmente, são mais baixas nas águas superficiais (1 µg L

-1

), raramente excedem a

concentração de 1000 µg L

-1

, sendo que as altas concentrações de nitrito indicam

aportes de efluentes industriais. A análise dos resultados obtidos mostra que não houve

um padrão sazonal na variação das concentrações desse íon, diferente do verificado por

Barreto (1999), que registrou aumento na concentração de nitrito no período chuvoso.

No entanto, foi possível verificar um padrão espacial, no qual as maiores concentrações

desse nutriente ocorreram em P1 (ponto a montante), corroborando com os maiores

valores de CE. Contudo, no geral, as concentrações de nitrito mantiveram-se variando

com valores baixos, conforme esperado. Nenhum dos valores registrados (em P1, P2 e

P3) situou-se acima do limite estabelecido pelo CONAMA (357/05) de 1000 µg L

-1

O íon amônio é de extrema importância para os produtores primários,

especialmente porque sua absorção é energeticamente mais viável. Concentrações

elevadas deste íon podem ter várias implicações ecológicas, pois influenciam o balanço

do oxigênio dissolvido; nesse contexto, para a oxidação completa de 1,0 mg do íon

amônio são necessários 3,6 mg de oxigênio. Em adição, na forma não ionizada, esse

composto possui ação tóxica sobre vários organismos.

As concentrações elevadas de amônio encontradas em P1 em agosto e

setembro/07 podem ser atribuídas a chuvas (julho/07 = 147,2 mm) e conseqüentemente

aos escoamentos superficiais de áreas que se credenciam a fontes difusas de aporte de

detritos no rio do Monjolinho, por abrigarem vários animais (área do parque ecológico,

adjacente ao campus da UFSCar), situadas a montante desse ponto. Também podem

estar relacionadas à decomposição fitoplanctônica e/ou elevadas taxas metabólicas

(excreção e ingestão) da comunidade zooplanctônica durante o período.

Nos meses de agosto a outubro de/07 registraram-se elevados teores do íon

amônio. Nesse período verificaram-se também valores elevados de turbidez, carbono

orgânico e temperatura. Esse padrão com os maiores teores de amônio no período de

estiagem se repetiu no ano seguinte com elevadas concentrações desse íon nos meses de

maio e junho. Dessa forma, em nenhum dos pontos a concentração de amônio excedeu o

limite máximo estabelecido pelo CONAMA (357/05) equivalente a 3,7 mg L

-1

(Classe

1).

De acordo com Esteves (1995) as principais fontes de nitrogênio orgânico

dissolvido consistem na lise celular (por senectude e herbivoria), decomposição e

excreção do fitoplâncton e das macrófitas aquáticas. Devido a não filtração das

amostras, nesse estudo os resultados de N-Org também incluíram o plâncton. As

concentrações máximas de nitrogênio orgânico verificadas para P1, P2 e P3 durante o

início da estiagem corroboram com os resultados verificados por Sé (1992), Mendes

(1998) e Pelaéz-Rodriguéz (2001) cujos valores obtidos para nitrogênio orgânico total

foram mais elevados nesse período. Os valores altos verificados nesse estudo durante a

estiagem podem ser justificados pelo baixo índice pluviométrico em dias anteriores as

coletas e, provavelmente, ainda ao crescimento do fitoplâncton e à entrada de esgotos.

Mesmo durante o período chuvoso, nesse rio; o aumento da vazão não é suficiente para

abaixar as concentrações de nitrogênio total e torná-las mais próximas as encontradas na

nascente (BARRETO, 1999).

No geral houve a predominância de nitrogênio orgânico total em todo o período

de amostragem em relação às outras formas (i.e. nitrogênio amoniacal, nitrato e nitrito),

como observado por Barreto (1999) e Campagna (2005). Segundo Esteves (1995),

somente quando a concentração de formas inorgânicas de nitrogênio atinge valores

muito baixos ou são esgotadas as formas orgânicas são aproveitadas pelos produtores

primários.

O fósforo constitui-se em um dos principais nutrientes para os processos

biológicos, sendo utilizado em grandes quantidades pelas células (CETESB, 2007). De

acordo com Von Sperling (1996), as principais fontes naturais de fósforo são: o

intemperismo das rochas e a decomposição de detritos orgânicos, enquanto que as

fontes antropogênicas são os despejos domésticos e industriais e o carreamento por

escoamento superficial de áreas ricas em fertilizantes. Assim como o registrado por

Mendes (1998), as maiores concentrações de P-total ocorreram durante as chuvas,

sugerindo a importância da pluviosidade como agente de transporte (e.g. escoamento

superficial) desse nutriente nessa bacia de drenagem ao corpo d’água. Conforme

concentrações médias de P-total registradas no período de fevereiro/07 a agosto/08 o

ambiente é classificado como eutrófico, de acordo com o índice de estado trófico

descrito por Toledo Jr (1990). O CONAMA (357/05) prevê um máximo de 150 µg L

-1

para P-total para corpos d’água de Classe 3 com tempo de residência entre 2 a 40 dias e

de 75 µg L

-1

para Classe 3 em ambientes lóticos. Considerando-se a média dos valores

de P-total durante o período estudado, o P1 foi classificado como Classe 3, enquanto

que o P2 apresentou valores acima do limite permitido pela Resolução CONAMA

(357/05) para ambientes desta classe. Durante a estiagem foram registrados teores altos

de P-total e P-dissolvido no mês de julho/07 para os P2 e P3, devido às chuvas e

conseqüentemente, o aporte de nutrientes da bacia de drenagem para o corpo d’ água.

Com base nos dados de inventários prévios (SÉ, 1992; PELAÉZ-RODRIGUÉZ

2001; PERES, 2002; CAMPAGNA, 2005; VIANA, 2005; FUSARI, 2006) é possível

observar a degradação da qualidade ambiental no sistema Monjolinho, na medida em

que os pontos se afastam da nascente; acusando a sua susceptibilidade aos impactos

antropogênicos. Os padrões da qualidade de água deparados no reservatório e no rio do

Monjolinho na área do campus da UFSCar e a jusante devem ser atribuídos às

interferências antrópicas e às propriedades geomorfológicas das áreas de drenagem (SÉ,

1992). A ausência de tratamento de esgotos e emissão de poluentes caracteriza um

estado de degradação para o rio do Monjolinho, afetando suas características químicas,

físicas e biológicas e comprometendo sua adequação as atividades desenvolvidas em

sua bacia hidrográfica, como a irrigação de pequenas áreas de lavouras (CÔRTEZ et.

al., 2000). Nesse estudo, as concentrações de fósforo (em média) caracterizaram o

reservatório e o rio do Monjolinho como ambientes eutróficos; de acordo com índice

que considera as concentrações de nitrogênio (KRATZER e BREZONIK, 1981) os

corpos d’água foram considerados hipereutróficos durante o período estudado. No geral,

as variáveis apresentaram valores compatíveis aos limites estabelecidos pela Resolução

CONAMA 357/05 e CETESB (2007). Os resultados sugerem que as chuvas, as pressões

antrópicas e o barramento (no caso do reservatório) sejam os principais fatores

determinantes das características (químicas e físicas e biológicas) atuais das águas do

rio do Monjolinho. Com base nesses resultados indicam-se algumas providências que

devam ser adotadas tendo em vista a preservação do rio do Monjolinho e do potencial

de usos múltiplos do reservatório, tais como: a recuperação da mata ciliar em especial

próximo a nascente e a redução/supressão dos despejos de efluentes (domésticos e

industriais) no rio.

5.2. Bioensaios de decomposição

Estudos cinéticos dos processos de decomposição admitem a existência de

proporcionalidade entre o desaparecimento do substrato e a formação dos produtos

(CHARACKLIS, 1990). Tal proporcionalidade é válida também entre o consumo de

oxigênio dissolvido e a formação de produtos como o dióxido de carbono e produção de

biomassa microbiana (BIANCHINI JR. et al., 2006). Dessa forma, a avaliação temporal

do consumo de oxigênio dissolvido permite a descrição das atividades metabólicas dos

microrganismos envolvidos nos processos degradativos aeróbios de recursos orgânicos

nos ecossistemas aquáticos (BRUM et al., 1999).

De acordo com os valores elevados dos coeficientes de determinação (gerados

pelos ajustes cinéticos do consumo de OD acumulado) observou-se que o modelo

cinético (1ª ordem) adotado foi adequado na descrição das cinéticas de consumo de

oxigênio dissolvido na mineralização de M. aquaticum nos experimentos enriquecidos

com N e P (Experimentos 2, 3 e 4), bem como naquele em que não houve adição de

nutrientes (Experimento 1). O padrão de decomposição da macrófita aquática foi

semelhante nos experimentos sem adição de azida e mostrou um consumo de OD mais

intenso no início seguido de um aumento mais gradual devido à lenta degradação das

frações refratárias da matéria orgânica, composta por carboidratos estruturais associados

à parede celular das plantas (MOORE et al., 2004). Do ponto de vista cinético, nos

Experimentos 2 e 3 independente da concentração de nutrientes, tipo de detrito e da

temperatura, a variação do consumo de oxigênio dissolvido não tendeu a estabilização.

No entanto, no Experimento 1 verificou-se decréscimos graduais nas taxas de oxidação,

caracterizando uma tendência a estabilização nas fases finais de experimentação que

esteve associada à permanência e mineralização das frações mais resistentes.

Nos tratamentos com azida (Experimento 4) em função da ausência de

microrganismos o processo de mineralização cessou rapidamente (cerca de 6 dias)

independente da concentração de nutrientes e deveram-se basicamente as oxidações

químicas dos detritos. Nunes et al. (2007) verificaram um valor de k

1,5 vezes maior

na mineralização do lixiviado de M. aquaticum em relação ao presente estudo,

sugerindo a rápida oxidação química dos compostos solúveis em detrimento dos

recursos refratários.

Nesse estudo, durante a mineralização aeróbia dos fragmentos de M. aquaticum

a oxidação química representou 4% do consumo total de oxigênio. Nunes et al. (2007)

verificaram que a durante a mineralização do lixiviado de M. aquaticum os processos

químicos foram responsáveis por 1% do consumo de oxigênio. Embora a oxidação

biológica seja mais efetiva na ciclagem de matéria orgânica, a oxidação química

também se constitui num processo importante no que diz respeito à mineralização das

macrófitas aquáticas (SANTOS et al., 2006).

Os incrementos nos valores de pH na fase inicial da mineralização aeróbia da

macrófita (Experimentos 2 ,3 e 4) estiveram provavelmente relacionados a liberação de

íons provenientes do conteúdo protoplasmático das células rompidas, formação de

compostos húmicos (AGUILAR e THIBODEAUX, 2005) e também pela solubilização

dos nutrientes do meio de cultura. Nesta fase, os microrganismos processam a

transformação do material na forma reduzida a oxidada. Por outro lado as reduções

destes valores (Experimento 4) possivelmente se refiram à mecanismos tais como a

nitrificação que contribuiram para a acidificação do meio (CHEN et al., 2006). Por meio

da nitrificação as bactérias oxidam amônio e nitrito, para a obtenção de ATP utilizado

nas atividades metabólicas (BROWN, 1988).

No geral, assim como para o pH, no início, os aumentos nos valores de

condutividade elétrica deveram-se a liberação de íons dos tecidos vegetais. É possível

ainda que estes valores tenham sido incrementados pela formação de ácido carbônico

decorrente do CO

dissolvido. A partir deste período de elevação nos valores desta

variável, houve diminuições progressivas (e.g. Experimento 3), provavelmente devido

às assimilações dos íons pela comunidade de microrganismos e pela complexação.

De modo geral, a análise da cinética da mineralização da macrófita aquática

mostrou a importância do processo abiótico de lixiviação na perda de massa inicial do

processo de decomposição. Com a solubilização ocorre intensa liberação de nutrientes e

outros compostos nas primeiras 24 horas (BIANCHINI JR. et al., 2002) sendo cerca de

30% do material vegetal podendo ser lixiviado sem a ação microbiana (GAUR et al.,

1992). Os compostos mais resistentes demoram a serem aproveitados, assim, em termos

da cinética de decomposição, estas substâncias tendem a limitar a taxa de ciclagem do

carbono orgânico total dos tecidos vegetais (KOMÍNKOVÁ et al., 2000). Shilla et al.

(2006) observaram esse mesmo padrão em estudos dessa natureza para a macrófita

aquática Myriophyllum sulsagineum. As perdas de massa das macrófitas aquáticas

possibilitaram acentuados consumos iniciais de OD associado às colonizações

bacterianas dos detritos.

Nos tratamentos enriquecidos observaram-se, em média, valores de k

maiores

na mineralização do detrito íntegro em relação ao processo de degradação da matriz

lignocelulósica em ambas as temperaturas. Os detritos são diferenciados de acordo com

seu potencial de degradação, apresentando uma fração lábil e/ou solúvel e outra

refratária (ASAEDA et al., 2000). As oxidações das frações lábeis caracterizam perdas

de massa rápidas, enquanto que a porção refratária pode decrescer de 10 a 20 vezes mais

lentamente (GILLON et al., 1994).

Os coeficientes de decomposição das macrófitas aquáticas são extremamente

dependentes de suas frações refratárias (GODSHALK e WETZEL, 1978); os detritos

com proporções altas de compostos refratários tendem a apresentar velocidades mais

baixas de decomposição (BIANCHINI JR., 2003) quando comparados a detritos com

uma proporção menor desses compostos. Os coeficientes de desoxigenação (k

)

elevados obtidos da parametrização do modelo cinético (Eq. 1) confirmam a natureza

lábil do detrito, com a rápida degradação dos compostos protoplasmáticos

hidrossolúveis mais facilmente assimiláveis pela comunidade microbiana. Panhota et al.

(2006) também verificaram elevados k

na mineralização do lixiviado de Salvinia

auriculata (0,093 a 0,144 dia

-1

) a diferentes temperaturas. A mineralização da matriz

lignocelulósica, por outro lado, constituiu-se em um processo lento (baixos k

) em

função da intrincada composição estrutural dos compostos refratários e ao complexo

conjunto de enzimas necessário a sua efetiva degradação (AHMED et al., 2001).

Em estudos de degradação em que se utilizou basicamente ML (SCIESSERE,

2007), a adição de sedimento favoreceu o aumento da biomassa de microrganismos

(imobilização) em detrimento do ocorrido nas incubações sem fonte adicional de

nutrientes, nas quais a MO teria sido utilizada nos processos catabólicos

(mineralização). Neste estudo, quando comparados, os Experimentos 1 e 2 (detritos

íntegros senescentes submetidos a 25 ºC) também apresentaram essa mesma dinâmica,

em que os processos respiratórios foram privilegiados nos tratamentos sem adição de N

e P (OC

max

= 1179,49 mg g

-1

) em detrimento das câmaras enriquecidas (N-NO

/P-total

= 43,3 vezes maior que a encontrada em ambiente natural). Segundo Del e Cole (1998),

o catabolismo e o anabolismo microbianos não são eventos acoplados, permitindo uma

flexibilidade metabólica para as bactérias e conseqüentemente sua adaptação as

diferentes condições ambientais. O baixo consumo de oxigênio verificado no tratamento

enriquecido pode ser explicado pelo investimento nos processos anabólicos, competição

entre a comunidade bacteriana ou a inibição da degradação da matéria orgânica

refratária em função do aumento da quantidade de nutrientes, principalmente nos teores

de nitrogênio.

Com relação às incubações sem parte da fração lábil (Experimento 3; ML) dos

fragmentos senescentes da macrófita, verificou-se o efeito da baixa concentração de N e

P sobre os processos de mineralização, com k

significativamente baixos em relação

aos demais tratamentos e conseqüentemente tempos de meia vida elevados (347 e 116

dias nas temperaturas de 16 e 25 ºC respectivamente). Neste caso a natureza química do

detrito aliada a baixa concentração de nutrientes no meio possivelmente favoreceu o

anabolismo em detrimento dos processos respiratórios.

De modo geral, as diferentes concentrações de nutrientes a que as câmaras de

mineralização foram submetidas (Experimentos 2 e 3) não apresentaram diferenças

significativas nos processos oxidativos de M. aquaticum. A disponibilidade de

nutrientes é considerada um importante fator no controle das taxas de decomposição

(XIE et al., 2004b). Estudos que investigaram os impactos da fertilização na

decomposição das macrófitas aquáticas mostraram efeitos positivos (PETERSON et al.,

1993, LOCKABY et al., 1996) ou neutros (VILLAR et al., 2001). A resposta a adição

de nutrientes durante a decomposição depende primariamente da espécie de planta e das

concentrações de nutrientes (XIE et al., 2004a). Alguns autores sugerem ainda que as

taxas de decomposição sejam dependentes do material recalcitrante (HOHMANN e

NELLY, 1993) em que a MOP não é afetada pela fertilização durante a decomposição.

No presente estudo, nos tratamentos em que as concentrações de N foram maiores, o

efeito neutro nos coeficientes de desoxigenação pode ser explicado pela baixa demanda

por esse nutriente pelos decompositores em relação à quantidade disponível no meio ou

em razão da baixa qualidade do detrito (HOBBIE e VITOUSEK, 2000). Estudos de XIE

et al. (2004b) mostraram que o baixo suprimento e a demanda alta de fósforo faz com

que este nutriente seja mais limitante para a decomposição comparado ao N-disponível.

Se considerados como tratamentos únicos em relação às concentrações de N e P, a

mineralização dos detritos íntegros e da ML foram diferentes. Neste caso, em média o

1/2

dos tratamentos submetidos a 25 ºC foi cerca de 2 vezes menor em relação aqueles

mantidos a 16 ºC para detrito íntegro e ML.

Temperaturas abaixo de 15 ºC favorecem o crescimento das bactérias psicrófilas

(FARRELL e ROSE, 1967), desta forma os baixos valores de k

(Tabela 14)

encontrados nos tratamentos mantidos a 16 ºC com apenas ML (Experimento 3),

sugerem a ocorrência de comunidades bacterianas não adaptadas a essa temperatura e a

interferência da baixa qualidade do detrito (maiores teores de lignina e baixas

concentrações de P) na mineralização da matéria orgânica. A qualidade do detrito é

definida pela composição química e a sua estrutura molecular influencia a

degradabilidade de diferentes tipos de detritos das macrófitas aquáticas (ENRÍQUEZ et

al., 1993).

Durante a decomposição, os detritos são alterados por fatores reguladores

intrínsecos (e.g. teor de lignina, fósforo e nitrogênio). O teor baixo de lignina e as

concentrações elevadas de fósforo e nitrogênio favorecem a ocorrência de elevadas

taxas de decomposição (MAGEE, 1993). Nos tratamentos com detritos íntegros

(Experimento 2), as concentrações de fósforo foram maiores comparadas as dos

tratamentos com ML e os teores de lignina foram mais baixos resultando em alto

potencial de biodegradabilidade (k

elevados). O efeito da degradação microbiana na

regulação das concentrações de MOD nos ecossistemas aquáticos está diretamente

relacionado ao k

(CUNHA-SANTINO, 2003). Componentes refratários como a

celulose e a lignina correspondem geralmente à maior parte da biomassa vegetal,

podendo diminuir a atividade microbiana (LONGHI et al., 2008). A rápida

decomposição nos tratamentos com detritos íntegros a 25 ºC (t

1/2

= 38 dias para

material senescente e 41 dias para material verde) caracterizam esse evento como sendo

de médio prazo e podem ser explicados pela menor porcentagem de lignina (variando de

29,82 a 33,49%), como o encontrado em outras investigações (CARVALHO et al.,

2005).

Segundo Howard-Williams e Davies (1979) uma elevação em 10 ºC pode

aumentar o metabolismo bacteriano em até três vezes durante a decomposição; porém,

em estudos realizados por Straškraba (1999) com decomposição bacteriana em

sedimento esse valor foi maior (3,84). As diferentes temperaturas a que os tratamentos

foram submetidos (16 e 25 ºC) mostraram aumento das atividades biológicas em cerca

de 2 vezes para os tratamentos com detrito e ML, aumento esse também verificado em

estudos de Cunha-Santino (2003) com detritos de Utricularia breviscapa. As diferenças

nos valores de Q

dos dois tipos de fragmento sugerem uma maior sensibilidade das

comunidades microbianas que atuaram na degradação dos detritos senescentes (2,06 a

2,04) em relação as que atuaram na mineralização dos detritos verdes (1,75 a 1,77).

Segundo Katterer et al.(1998), valores de Q

são próximos de 2 na faixa de temperatura

compreendida entre 5 a 35 ºC. Além disso, os valores de Q

declinam em intervalos

entre temperaturas maiores (TJOELKER et al., 2001). Neste estudo, em ambos os casos

(detrito íntegro e matriz lignocelulósica) foram verificados acréscimos nas atividades

microbianas conforme o aumento da temperatura. Entre todos os fatores condicionantes

da decomposição, as elevadas temperaturas características de ambientes aquáticos

subtropicais são provavelmente responsáveis pela rápida quebra dos detritos e ciclagem

da biomassa vegetal aquática (ESTEVES e BARBIERI, 1983).

Com relação à composição química do material vegetal, as macrófitas aquáticas

apresentam em média 39% de carbono, 1,9% de nitrogênio e 0,26% de fósforo

(BIANCHINI JR e CUNHA-SANTINO, 2008), corroborando com o encontrado nesse

estudo, com exceção do fósforo cuja percentagem foi significativamente mais baixa

(0,09%). A alta atividade microbiana resulta em elevadas taxas de decomposição

quando associadas às baixas taxas de C:P (REJMÁNKOVÁ e HOUDKOVÁ, 2006).

Nichols e Keeney (1973) observaram rápida perda de fósforo do detrito (M. spicatum)

em contraste com a tendência a retenção de nitrogênio, devido em parte a requisição dos

microrganismos. Em geral, o N é liberado quando C:N < 20 e imobilizado se C:N > 20

(HEAL et al.,1997). Similarmente, quando as taxas de C:P são acima de 80, ocorre a

imobilização desse nutriente (CANFIELD et al., 2005).

No que diz respeito ao estágio fenológico da planta, os fragmentos senescentes

apresentaram menor proporção de fósforo. Isto porque, nas plantas submersas

senescentes, o P lábil é perdido rapidamente (DAVIS III et al., 2006), por translocação

via floema ou lixiviação. A ação microbiana sob as plantas aquáticas senescentes é de

extrema importância, na medida em que hidrolisam compostos através de exo e

endoenzimas e convertem em substratos de baixo peso molecular (ESTEVES, 1995).

Durante esse processo, o material vegetal é transformado em elementos dissolvidos e

biomassa microbiana disponível a níveis tróficos superiores (MORAN e HODSON,

1989).

As oxidações das frações lábeis prevaleceram no início, gerando demandas

elevadas de oxigênio. Nesse período, os incrementos dos consumos de oxigênio

estiveram ainda relacionados à oxidação dos compostos nitrogenados e secundariamente

às mineralizações dos compostos refratários (e.g. celulose). A estequiometria representa

um modo indireto de predizer os rendimentos das atividades metabólicas dos

100

microrganismos (CUNHA-SANTINO et al., 2002). Nesse contexto, foi possível

estabelecer um balanço estequiométrico entre o N mineralizado e o oxigênio consumido

no processo de nitrificação. Baseado nessa relação foi verificada maior quantidade de N

mineralizado nos experimentos com detritos íntegros em relação aos que continham

apenas a ML independente do tipo de fragmento (Experimento 3), sugerindo que a

microbiota que atuou nos processos oxidativos do detrito integral dispunha de mais

recursos para processar o nitrogênio (e.g. fósforo, COD); a outra parte foi convertida em

biomassa (i.e. imobilizada). Além disso, a maior percentagem de mineralização do N

sugere ainda a ocorrência de reciclagem do carbono proveniente da biomassa de

bactérias que privilegiam os processos de imobilização quando o meio é rico em

nutrientes.

A relação C/N foi menor no final dos experimentos resultante do aumento nas

concentrações de N orgânico no detrito durante a decomposição. Carvalho et al. (2005)

também verificou esse aumento e possivelmente esteja relacionado ao aumento da

biomassa microbiana (PAGIORO e THOMAZ, 1999).

A relação do consumo de oxigênio e do carbono mineralizado (O/C) depende da

composição química do detrito, da fisiologia dos microrganismos e das condições

nutricionais do meio (DILLY, 2001). O decaimento do consumo de oxigênio esteve

relacionado à decomposição das frações refratárias (i.e. Experimentos 2 e 3). Embora

discreta, a relação O/C (Tabela 16) para os tratamentos com matriz lignocelulósica foi

menor comparada àquela verificada nas câmaras com detrito íntegro. Essa diferença

ocorreu porque os compostos de difícil degradação consomem maiores quantidades de

oxigênio para a oxidação do carbono.

101

Tabela 16: Relações estequiométricas entre o consumo de oxigênio e carbono mineralizado (O/C),

carbono e nitrogênio orgânico iniciais (C/N (i)), carbono e nitrogênio orgânico finais (C/N (f)) e

oxigênio consumido por nitrogênio mineralizado (O/N) nos tratamentos com detrito íntegro e

matriz lignocelulósica a 16 e 25 ºC.

Detrito íntegro Matriz lignocelulósica

T (ºC) Tratamentos O/C C/N (i) C/N (f) O/N O/C C/N (i) C/N (f) O/N

N*P*(DV)

2,10 21,09 18,78 0,66 1,68 19,15 16,81 1,20

N*P(DV)

2,09 21,11 18,27 0,63 1,74 19,19 18,41 1,26

NP(DV)

2,34 21,09 17,84 0,39 2,05 19,26 18,67 1,07

NP*(DV)

2,93 21,12 17,74 0,06 1,86 19,10 19,33 1,24

N*P*(DS)

2,21 24,89 23,49 0,65 1,82 21,52 17,62 0,75

N*P(DS)

2,09 24,92 23,74 0,70 1,82 21,59 26,88 1,38

NP(DS)

2,60 24,90 26,45 0,98 1,73 21,66 19,92 1,02

NP*(DS)

2,19 24,92 30,16 1,64 1,73 21,48 21,53 1,17

N*P*(DV)

1,54 21,08 13,65 0,66 2,03 19,14 13,59 0,81

N*P(DV)

1,79 21,11 15,01 0,56 1,84 19,19 11,02 0,69

NP(DV)

1,80 21,09 14,49 0,50 2,09 19,26 14,26 0,83

NP*(DV)

1,97 21,11 13,75 0,31 2,02 19,09 14,03 0,88

N*P*(DS)

1,95 24,89 21,34 0,65 1,81 21,52 16,26 0,91

N*P(DS)

1,72 24,92 20,59 0,57 1,88 21,59 16,64 0,84

NP(DS)

1,94 24,91 21,71 0,61 1,89 21,65 15,96 0,82

NP*(DS)

1,87 24,92 21,10 0,58 1,98 21,48 18,56 0,91

102

Peret e Bianchini Jr. (2004) observaram variações nas relações O/C de 0,26 a

1,58 na decomposição dos lixiviados de Salvinia auriculata e Cabomba piauhyensis

respectivamente. Bianchini Jr. et al. (2006) também verificaram variações em estudos

de mineralização de detritos íntegros; as relações O/C variaram de 1,2 (Scirpus

cubensis) a 5,2 (Utricularia breviscapa). Neste contexto, os maiores valores registrados

foram para substratos refratários e os menores foram observados na decomposição do

lixiviado de macrófitas aquáticas composto principalmente de material lábil. Porém, em

estudos de Cunha-Santino e Bianchini Jr. (2003), a decomposição de alguns compostos

da MOD (e.g. amido, lisina e ácido tânico) apresentaram valores de O/C baixos,

possivelmente relacionados às características químicas desses compostos (solubilidade e

refratabilidade). Portanto, como esperado, os coeficientes estequiométricos foram

maiores nos tratamentos com detrito íntegro comparados a ML, sugerindo que estas

relações podem ser afetadas pelas características qualitativas dos detritos (FARJALLA

et al., 1999).

As macrófitas aquáticas contribuem dessa forma, para ciclagem e imobilização

efetiva dos nutrientes de ecossistemas aquáticos através da mineralização aeróbia, que

pode se constituir em eventos de curto ou longo prazo, dependendo da composição

química do detrito e da temperatura. Nesse contexto, com base nas condições

experimentais adotadas nos Experimentos 2 e 3, a qualidade do detrito constituiu-se no

fator mais importante na mineralização de M. aquaticum, disponibilizando rapidamente

grandes quantidades de N inorgânico para a microbiota aquática. A temperatura

representou um fator acessório (secundário), com diferenças nos valores de Q

equivalentes a 17%. No entanto, o aumento da temperatura favoreceu os processos

químicos da mineralização (c.f. Experimento 4) em detrimento da concentração de

nutrientes que não alterou a velocidade da decomposição. Ainda em relação aos

103

nutrientes foi possível observar que as adições afetaram as rotas metabólicas de modo a

favorecer os processos respiratórios nos experimentos enriquecidos (Experimentos 2 e

3) em detrimento dos tratamentos em que não houve adição de nutrientes (Experimento

1).

104

6. Ciclagem da matéria orgânica no Reservatório do Monjolinho

Nos ecossistemas aquáticos, as principais fontes de energia e nutrientes para o

metabolismo bacteriano são provenientes dos compostos orgânicos de origem alóctone,

do material orgânico resultante da decomposição de organismos aquáticos e dos

metabólitos extracelulares ou fotossintetizados excretados pelas macrófitas aquáticas da

zona litorânea. Dependendo da forma pela qual ocorre aporte de detritos das macrófitas,

estes compostos podem gerar grandes pressões de curto prazo sobre o balanço de

oxigênio dissolvido e induzir a eutrofização (BIANCHINI JR., 2003).

Assim como as condições ambientais, a constituição química das macrófitas

influencia a sua degradação. Quanto menor o conteúdo mineral maior a contribuição

desses vegetais em termos de MO. De acordo com Larcher (2000), plantas que se

desenvolvem em locais pobres em nutrientes apresentam reduzidos teores de minerais

em sua biomassa (1 a 3% PS). O reservatório do Monjolinho é um sistema oligotrófico

em relação ao N, porém se consideradas as concentrações de P o sistema é classificado

como eutrófico e neste caso pode-se inferir que a macrófita aquática M. aquaticum

contribua diretamente para a ciclagem desse nutriente.

O efeito da degradação microbiana na regulação das concentrações de matéria

orgânica nos sistemas aquáticos está diretamente relacionado aos coeficientes de

desoxigenação, obtidos a partir das taxas diárias de consumo de oxigênio. As frações da

MOD apresentam altos coeficientes de desoxigenação e, portanto, se mantêm no

sistema em concentrações relativamente baixas, uma vez que são mineralizadas

rapidamente. Em média, os baixos coeficientes de desoxigenação na degradação da

matriz lignocelulósica, demonstram seu maior grau de refratabilidade, caracterizando

um processo lento, em que sua completa degradação é efetivada através do trabalho de

105

vários organismos. Partes destes compostos são incorporadas ao sedimento do

reservatório.

No reservatório do Monjolinho, em média, sob condição aeróbia, os processos

de mineralização e assimilação são mais rápidos nos meses mais quentes (verão). No

geral, as concentrações de oxigênio dissolvido variam na mesma ordem de grandeza

durante o ano, mantendo o meio ideal para a mineralização aeróbia. Porém, no período

chuvoso, o aumento do material em suspensão e conseqüente aumento da turbidez

podem inibir as taxas fotossintéticas no reservatório, interferindo nas taxas de

decomposição aeróbia. Além disso, de acordo com os coeficientes de temperatura (Q

)

as comunidades de microrganismos que atuam na degradação dos detritos senescentes

respondem mais a variação de temperatura em relação àquelas que mineralizam os

detritos verdes. Em adição a degradação microbiológica do detrito, deve-se considerar

também, que a MO pode ser oxidada quimicamente no ambiente aquático, embora a

contribuição deste processo seja pequena e caracteriza-se por ser um evento de curto

prazo.

106

7. Conclusões

De acordo com o levantamento limnológico foi possível caracterizar o

reservatório do Monjolinho como eutrófico (P) - hipereutrófico (N); nesse ambiente as

principais variáveis que determinam as suas características são: as pressões antrópicas

(aduções de nutrientes e matéria orgânica) e as precipitações pluviométricas.

Com base nos procedimentos experimentais adotados, este trabalho teve como

principais conclusões:

1- Os processos de mineralização aeróbia dos detritos íntegros de Myriophyllum.

aquaticum foram cerca de 2 vezes mais rápidos em relação à velocidade de degradação

da matriz lignocelulósica.

2- Os aportes de nutrientes (N e P) incrementaram os processos de imobilização em

detrimento da mineralização dos detritos de M. aquaticum.

3- As taxas de decomposição dos detritos íntegros e da matriz lignocelulósica foram

maiores em temperaturas mais elevadas.

4- Os valores de Q

foram mais elevados nos processos de mineralização dos

fragmentos senescentes, sugerindo uma maior sensibilidade à variação da temperatura

por parte das comunidades que atuam na degradação desse recurso.

107

8. Referências Bibliográficas

ACHTERBERG, E. P.; VAN DEN BERG, C. M. G. In-line ultraviolet-digestion of

natural water samples for trace-metal determination using an automated voltammetric

system. Anal. Chim. Acta., v. 291, p. 213–232, 1994.

AHMED, Z. et al. Microbial activity on the degradation of lignocellulosic

polysaccharides. Online J. Biol. Sci., v. 1, p. 993-997, 2001.

ALLAN, J. D. Stream ecology: structure and function of running waters. London:

Chapman and Hall, 1995. 388 p.

ALLEN, S. E. et al. Chemical analysis of ecological materials. Oxford: Blackwell,

1974. 565 p.

ANTONIO, R. M.; BIANCHINI JR, I. The effect of temperature on the glucose cycling

and oxygen uptake rates in the Infernão lagoon water, State of São Paulo, Brazil. Acta

Sci., v. 24, p. 291-296, 2002.

ASAEDA, T.; NAM, L. H. Effects of rhizome age on the decomposition rate of

Phragmites australis rhizomes. Hydrobiol., v. 485, p. 205-208, 2002.

ASAEDA, T.; TRUNG, V. K.; MANATUNGE, J. Modeling the effects of macrophyte

growth and decomposition on the nutrient budget in shallow lakes. Aquat. Bot., v. 68,

p. 217-237, 2000.

AMERICAN PUBLIC HEALTH ASSOCIATION – APHA; AMERICAN WATER

WORKS ASSOCIATION - AWWA; WATER POLLUTION CONTROL

FEDERATION – WPCF. Standard methods for the examination of water and

wastewater. 20 ed. Washington, D.C, 1998. 1193 p.

AZAM, F. Microbial control of oceanic carbon flux: the plot thickens. Science, Local,

v. 280, p. 694-696, 1998.

108

AZAM, F. et al. Bacteria: organic matter coupling and its significance for oceanic

carbon cycling. Microb. Ecol., v. 28, p. 167-179. 1993.

BARRETO, A. S. Estudo da distribuição de metais em ambiente lótico, com ênfase

na assimilação das comunidades biológicas e a sua quantificação no sedimento e

água. 1999. 274 p. Tese (Doutorado em Engenharia) - Universidade de São Paulo, São

Carlos, 1999.

BENNER, R. B.; MORAN, M. A.; HODSON, R. E. Biogeochemical cycling of

lignocellulosic carbon in marine and freshwater ecosystems: Relative contributions of

prokaryotes and eukaryotes. Limnol. Oceanogr., v. 31, p. 89-100, 1986.

BEST, E. P. H. et al. Modeling submersed macrophyte growth in relation to underwater

light climate: modeling approaches and application potential. Hydrobiol., v. 444, p. 43-

70, 2001.

BERTILSSON, S.; TRANVIK, L. J. Photochemical transformation of dissolved organic

matter in lakes. Limnol. Oceanogr., v. 45, p. 753-762, 2000.

BIANCHINI JR., I.; TOLEDO, A. P. P. Estudo da mineralização de Eleocharis mutata.

In: ANAIS VII SEMINÁRIO REGIONAL DE ECOLOGIA, 3., 1996, São Carlos.

Anais... São Carlos: UFSCar, 1996. p. 1315-1329.

BIANCHINI JR., I. Aspectos do processo de decomposição nos ecossistemas aquáticos

continentais In: POMPÊO, M. L. M. (Ed.) Perspectivas na limnologia do Brasil. São

Luís: União, 1999, p. 21-43.

BIANCHINI JR., I.; PACOBAHYBA, L.; CUNHA-SANTINO; M. B. Aerobic and

anaerobic decomposition of Montrichardia arborescens (L.) Schott. Acta Limnol.

Brasil., v. 14, p. 27-34, 2002.

BIANCHINI JR., I. Modelos de crescimento e decomposição de macrófitas aquáticas.

In: THOMAZ, S. M.; BINI, L. M. (Ed.). Ecologia e manejo de macrófitas aquáticas.

Maringá: EDUEM, 2003, p. 85-126.

109

BIANCHINI JR., I. et al. Humification of vascular aquatic plants. In: MARTIN-NETO,

L.; MILORI, D. M. B. P.; SILVA, W. T. L. (Eds.). Humic substances and soil and

water environment. Proceedings … São Pedro: Embrapa, 2004, p 82-84.

BIANCHINI JR.; I. PERET, A. M.; CUNHA-SANTINO, M. B. A mesocosm study of

aerobic mineralization of seven aquatic macrophytes. Aquat. Bot., v. 85, p. 163-167,

2006.

BIANCHINI JR., I.; CUNHA-SANTINO, M. B. As rotas de liberação do carbono dos

detritos de macrófitas aquáticas. Oecol. Bras., v. 12, p. 0-29, 2008.

BOYD, C. E. Fresh water plants: a potential source of protein. Econ. Bot., v. 22, p.

359-368, 1968.

BRIDGHAM, S. D.; UPDEGRAFF, K.; PASTOR, J. A comparison of nutrient

availability indices along an ombrotrophic–minerotrophic gradient in Minnesota

wetlands. Soil Sci. Soc. Am. J., v. 65, p. 259–269, 2001.

BROWN, C. M. Nitrate metabolism by aquatic bactéria. In: Methods in aquatic

bacteriology. John Wiley e Sons, 1988. p. 367-385.

BRUM, P. R. et al. Aspects of the uptake of dissolved oxygen in Cabiúnas and

Imboassica Lagoons (Macaé, RJ). Braz. Arch. Biol. Technol., v. 42, n. 4, p. 433-440,

1999.

BÜNEMANN, E. K.; BOSSIO, D. A.; SMITHSON P. C.; FROSSARD E.; OBERSON

A. Microbial community composition and substrate use in a highly weathered soil as

affected by crop rotation and P fertilization. Soil Biol. Biochem., v. 36, p. 889-901,

2004.

CHARACKLIS, W. G. Kinetics of microbial transformations. In: CHARACKLIS, W.

G.; MARSHALL, K. C. (Ed.). Biofilms. New York: John Wiley e Sons, 1990. p. 233-

264.

110

CALIJURI, M. C.; DEBERDT, G. L. B.; MINOTI, R. T. A produtividade primária pelo

fitoplâncton na Represa de salto grande. In: HENRY, R. (Ed.). Ecologia de

reservatórios: estrutura, função e aspectos sociais. Botucatu: FUNDIBIO/FAPESP,

1999. p. 109-148.

CAMPAGNA, A. F. Toxicidade dos sedimentos da bacia hidrográfica do rio do

Monjolinho (São Carlos-SP): ênfase nas substâncias cobre, aldrin e heptacloro. 2005.

268 p. Dissertação (Mestrado em Zootecnia) - Universidade de São Paulo,

Pirassununga, 2005.

CANFIELD, D.E.; THAMDRUP, B.; KRISTENSEN E. Aquatic geimicrobiology.

Amsterdam: Elsevier, 2005. 424 p. (Advances in marine biology, v. 48).

CARPENTER, S. R. Enrichment of Lake Wingra, Wisconsin, by submersed

macrophyte decay. Ecology, v. 61, p. 1.145-1.155, 1980.

CARVALHO, P.; THOMAZ, S. M.; BINI, L. M. Effects of temperature on

decomposition of a potential nuisance species: the submerged aquatic macrophyte

Egeria najas Planchon (Hydrocharitaceae). Braz. J. Biol., v. 65, p. 51-60, 2005.

CHARACKLIS, W.G. Kinetics of microbial transformations. In: CHARACKLIS,

W.G.; MARSHALL, K.C. (Ed.). Biofilms: kinetics of microbial transformations. , New

York: Wiley e Sons, 1990. p.233-264.

COMPANHIA DE TECNOLOGIA DE SANEAMENTO AMBIENTAL – CETESB.

Disponível em: <www.cetesb.sp.gov.br/agua/rios/indice_iap_iqa.asp>. Acesso em:

novembro de 2007.

CHAPMAN, D.; KIMSTACH, V. Selection of water quality variables. In: CHAPMAN,

D. (Ed.). An introduction to water quality: water quality assessments. London:

Chapman e Hall, 1992. p. 51-119.

CLAMPTON, E. W.; MAYNARD, L. A. The relation of cellulose and lignin content

and nutritive value of animals feeds. J. Nutrition, v. 15, p. 383-395, 1938.

111

CONSELHO NACIONAL DO MEIO AMBIENTE - CONAMA. Resolução 20 de 18

de junho de 1986. Diário Oficial da União [da] República Federativa do Brasil:

Brasília, DF, 30 de julho de 1986. Disponível em:

<http://www.mma.gov.br/port/conama/res/res86/res2086.html>. Acesso em: agosto de

2007.

CONSELHO NACIONAL DO MEIO AMBIENTE - CONAMA. Resolução 357 de 17

de março de 2005. Diário Oficial da União [da] República Federativa do Brasil:

Brasília, DF, 18 de março seção 1. p. 58-63.

CORREIA, L. C. S. Contribuição para o conhecimento do gênero Chironomus

Meigen, 1803 na região neotropical. 2004. 148 p. Tese (Doutorado em Ecologia e

Recursos Naturais) - Universidade Federal de São Carlos, São Carlos, 2004.

CORTÊZ, M. R. et al. Uso e ocupação da terra na área urbana. In: ESPÍNDOLA, E. L.

G.; SILVA, J. S. V.; MARINELLI, C. E.; ABDON, M. M. (Ed.). A bacia hidrográfica

do rio do Monjolinho: uma abordagem ecossistêmica e a visão interdisciplinar. São

Carlos: Rima, 2000.

CUNHA, M. B.; BIANCHINI JR., I. Mineralização aeróbia de Cabomba piauhyensis e

Scirpus cubensis. Acta Limnol. Brasil., v. 10, n. 1, p. 81-91, 1998.

CUNHA, M. B.; BIANCHINI JR., I. Degradação aeróbia de Cabomba piauhyensis e

Scirpus cubensis. Acta Limnol. Brasil., v. 10, n. 2, p. 59-69, 1999.

CUNHA-SANTINO, M. B.; BIANCHINI JR., I. Estequiometria da decomposição

aeróbia de galhos, cascas, serrapilheira e folhas. In: ESPÍNDOLA, E. (Ed.). Recursos

hidroenergéticos: usos, impactos e planejamento integrado de São Carlos. São Carlos:

Rima, 2002. p. 185-197.

CUNHA-SANTINO, M. B.; BIANCHINI JR., I.; SERRANO, L. E. F. Aerobic and

anaerobic degradation of tannic acid on water samples from Monjolinho reservoir (São

Carlos, SP, Brazil). Braz.J. Biol., v. 62, p. 585-590, 2002.

112

CUNHA-SANTINO, M. B. Atividade enzimática, cinética e modelagem matemática da

decomposição de Utricularia breviscapa da lagoa do Óleo (Estação Ecológica de Jataí,

Luiz Antônio - SP). 2003. 140 p. (Tese de Doutorado em Ecologia e Recursos Naturais)

- Universidade Federal de São Carlos, São Carlos, 2003.

DAVIS, M. L.; CORNWELL, D. A. Introduction to environmental engineering.

New York: Mc Graw-Hill, 1991. 822 p.

DAVIS III, S. E.; CHILDERS D. L.; NOE, G. B. The contribution of leaching to the

rapid release of nutrients and carbon in the early decay of wetland vegetation.

Hydrobiol., v. 569, p. 87–97, 2006.

DEL GIORGIO, P. A.; COLE, J. J. Bacterial growth efficiency in natural aquatic

systems. Ann. Rev. Ecol. Syst., v. 29, p. 503-41, 1998.

DILLY, O. Microbial respiratory quotient during basal metabolism and after glucose

amendment in soils and litter. Soil Biol. Biochem., v. 33, p. 117–127, 2001.

ELWOOD, J. W. et al. The limiting role of phosphorus in a woodland stream

ecosystem: effects of P enrichment on leaf decomposition and primary producers.

Ecology, v. 62, p. 146-158, 1981.

ENRÍQUEZ, S.; DUARTE, C. M.; SAND-JENSEN, K. Patterns in decomposition rates

among photosynthetic organisms: the importance of detritus C:N:P content. Oecologia,

v. 94, p. 457–471, 1993.

ESPÍNDOLA, E. L. G. O rio do Monjolinho: um estudo de caso. In: ESPÍNDOLA, E.

L. G et al. (Ed.). A bacia hidrográfica do rio do Monjolinho. São Carlos: Rima, 2000.

p. 36-40.

ESTEVES, F. A. Fundamentos de limnologia. 2. ed. Rio de Janeiro: Interciência,

1995. 602 p.

113

ESTEVES, F. A.; BARBIERI, R. Dry weight and chemical changes during

decomposition of tropical macrophytes in Lobo reservoir - Sao Paulo. Brazil. Aquat.

Bot., v. 16, p. 285-295, 1983.

FARREL, J.; ROSE, A. temperature effects on microorganisms. Annu. Rev.

Microbiol., v. 21, p. 101-120, 1967.

FARJALLA, V. F.; MARINHO, C. C.; ESTEVES, F. A. The uptake of oxygen in the

initial stages of decomposition of aquatic macrophytes and detritus from terrestrial

vegetation in a tropical coastal lagoon. Acta Limnol. Bras., v. 11, p. 185-193, 1999.

FUSARI, L. M. Estudo das comunidades de macroinvertebrados bentônicos das

represas do rio do Monjolinho e do Fazzari no campus da UFSCar, município de

São Carlos, SP. 2006. 80 p. Dissertação (Mestrado em Ecologia e Recursos Naturais) -

Universidade Federal de São Carlos, São Carlos, 2006.

GASITH, A. E; HASLER, A. D. Airborne litterfall as a source of organic matter in

lakes. Limnol. Oceanogr., v. 21, p. 253-258, 1976.

GAUR, S.; SINGHAL, P. K.; HASIJA, S. K. Relative contributions of bacteria and

fungi to water hyacinth decomposition. Aquat. Bot., v. 43, p. 1-15, 1992.

GILLON, D.; JOFFRE, R.; IBRAHIMA, A. Initial litter properties and decay rate: a

microcosm experiment on Mediterranean species. Can. J. Bot., v. 72, p. 946-954. 1994.

GODSHALK, G. L.; WETZEL, R. G. Decomposition of aquatic angiosperms. III -

Zostera marina L. and a conceptual model of decomposition. Aquat. Bot., v. 5, p. 329-

354, 1978.

GOLDSTEIN, I. S. Organic chemical from biomass. Florida: CRC Press, 1981. 310 p.

HAMILTON, W. A. Energy sources for microbial growth: an overview. In: CODD, G.

A. (Ed.). Aspects of microbial metabolism and ecology. Orlando: Academic Press,

1984. p. 35-57.

114

GRATTAN, R. M.; SUBERKROPP, K. Effects of nutrient enrichment on yellow poplar

leaf decomposition and fungal activity in streams. J. N. Am. Benthol. Soc., v. 20, p. 33-

43, 2001.

GULIS, V.; SUBERKROPP, K. Leaf litter decomposition and microbial activity in

nutrient-enriched and unaltered reaches of a headwater stream. Fresh Water Biol., v.

48, p. 123-134, 2003.

HEAL, O. W.; ANDERSON, J. M.; SWIFT, M. J. Plant litter quality and

decomposition: an historical overview. In: CADISH, G.; GILLER, K. E. (Ed.). Plant

litter quality and decomposition: driven by nature. Wallingford: CAB International,

1997. p. 3–30.

HOBBIE, S. E.; VITOUSEK, P. M. Nutrient limitation of decomposition in Hawaiian

forests. Ecology , v. 81, p. 1867–1877, 2000.

HOHMANN, J.; NEELY, R. K. Decomposition of Sparganium eurycarpum under

controlled pH and nitrogen regimes. Aquat. Bot., v. 46, p. 17-33, 1993.

HOORENS, B.; AERTS, R.; STROETENGA, M. Does initial litter chemistry explain

litter mixture effects on decomposition? Oecologia, v. 137, p. 578–586, 2003.

HOWARD-WILLIAMS, C.; DAVIES, B. R. The rates of dry matter and nutrient loss

from decomposing Potamogeton pectinatus in a brackish southtemperate coastal lake.

Freshwater Biol., v. 9, p. 13-21, 1979.

HYNES, H. B. N. The ecology of running waters. Liverpool: University Press, 1970.

555 p.

HUNT, H. W. et al. Nitrogen limitation of production and decomposition in prairies,

mountain meadow, and pine forest. Ecology, v. 69, p. 1009-1016, 1988.

JφRGENSEN, S. E. Fundamentals of ecological modeling: developments in

environmental modeling. 9. ed. Amsterdam: Elsevier, 1986. 389 p.

115

KÄTTERER, T. et al. Temperature dependence of organic matter decomposition: a

critical review using literature data analyzed with different models. Biol. Fertil. Soils,

v. 27, p. 258-262, 1998.

KHAN, F. A.; ANSARI, A. A. Eutrophication: an ecological vision. Botan. Rev., v. 71,

p. 449-482, 2005.

KIM, J. G.; REJMÁNKOVÁ, E. Decomposition of macrophytes and dynamics of

enzyme activities in subalpine marshes in Lake Tahoe basin, U.S.A. Plant Soil, v. 266,

p. 303–313, 2004.

KISSMANN, K. G. Plantas infestantes e nocivas. 2. ed. São Paulo: BASF, 1997. 825

KOMÍNKOVÁ, D. et al. Microbial biomass, growth, and respiration associated with

submerged litter of Phragmites autralisI decomposing in a littoral reed stand of a large

lake. Aquat. Microbiol. Ecol., v. 22, p. 271-282, 2000.

KÖPPEN, W. Grundriss der klimakunde. Berlin: De Gruyter, 1931. 388 p.

KOROLEFF, F. Determination of ammonia. In: GRASSHOFF, K.; EHRHARDT, M.;

KREMLING, K. (Ed.). Methods of sea water analysis. Weinheim: Verlag Chemie,

1976. p. 126-133.

KRATZER, C. R.; BREZONIK, P. L. A Carlson type trophic state índex for nitrogen in

Florida lakes. Water Res. Bull., v. 17, n. 4, p. 713-715, 1981.

LEMOS, R. M. A. Ensaios de decomposição de Nephrocistium lunatum W. West

(Chlorophyceae) e de Scirpus cubensis Poepp e Kunth (Cyperaceae) da Lagoa do

Infernão (SP – Brasil). 1995. 169 p. Dissertação (Mestrado em Ecologia e Recursos

Naturais) – Universidade Federal de São Carlos, São Carlos, 1995.

116

LOCKABY, B. G.; WHEAT, R. S.; CLAWSON, R. G. Hydroperiod influence on litter

conversion to soil organic matter in a floodplain forest. Soil Sci. Soc. Am. J., v. 60, p.

1989–1993, 1996.

LONGHI, D.; BARTOLI, M.; VIAROLI, P. Decomposition of four macrophytes in

wetland sediments: organic matter and nutrient decay and associated benthic processes.

Aqua. Bot., v. 89, p. 303–310, 2008.

LORANDI, R. et al. Carta de potencial à erosão laminar da parte superior da bacia do

córrego do monjolinho (São Carlos, SP). Rev. Bras Cartogr., n. 53, p. 111-117, 2001.

MAGEE, P. A. Detrital accumulation and processing in wetlands. Waterfowl

Management Handbook, Fish and Wildl. Serv. Leaflet, 13.3.14. 1993.

MCAVOY, D. C. et al. Simplified modeling approach using microbial growth kinetics

for predicting exposure concentrations of organic chemicals in treated waterwaste

effluents. Chemosphere, v. 10, n. 36, p. 2291-2304, 1998.

MACKENSEN, J.; BAUHUS, J. The decay of course wood debris. Australia:

Australian Greenhouse Office, 1999. (National Carbon Accounting Systems, Report n.

6).

MACKERETH, F. J. H.; HERON, J.; TALLING, J. F. Water chemistry: some revised

methods for limnologists. Cumbria: Freshwater Biological Association, 1978. 121 p.

(Scientific Publication, 36).

MCLATCHEY, G. P.; REDDY, K. R. Regulation of organic matter decomposition and

nutrient release in a wetland soil. J. Environ. Qual., v. 17, p. 1268-1274, 1998.

MANSFIELD, S. D. Extracellular fungal hydrolytic enzyme activity. In: GRAÇA, M.

A. S.; BÄRLOCHER, F.; GESSNER, M. O. (Ed.). Methods to study litter

decomposition: a practical guide. New York: Springer Publishers, 2005. p. 239-248.

117

MASIFIWA, W. F. et al. Phosphorus release from decomposing water hyacinth and

effects of decomposition on water quality. Uganda J. Agric. Sci., v. 9, p. 389–395.

2004.

MENDES, A. J. S. Avaliação dos impactos sobre a comunidade macrozoobentônica,

no córrego do Monjolinho (São Carlos, SP). 1998. 106 p. Dissertação (Mestrado em

Engenharia) - Universidade de São Paulo, São Carlos, 1998.

MøLLER, J.; MILLER, M.; KJøLLER, A. Fungal bacterial interaction on beech leaves:

influence on decomposition and dissolved organic carbon quality. Soil Biol. Biochem.,

v. 31, p. 367-374, 1999.

MOORE, J. C. et al. Detritus, trophic dynamics and biodiversity. Ecol. Lett., v. 7, p.

584-600, 2004.

MORAN, M. A.; HODSON, R. E. Bacterial secondary production on vascular plant

detritus: relationships to detritus composition and degradation rate. Appl. Environ,

Microbiol. , v. 9, n. 5, p. 2178-2189, 1989.

MÜNSTER, U.; CRÓST, R. J. Origin, composition and microbial utilization of

dissolved organic matter. In: OVERBECK, J.; CHRÓST, R. J. (Ed.). Aquatic

microbial ecology: biochemical and molecular approaches. New York: Spring Verlag,

1990. p. 8-46.

NICHOLS, D. S.; KEENEY, R. Nitrogen and phosphorus release from decaying water

milfoil. Hydrobiol., v. 42, p. 509-525, 1973.

NOGUEIRA, M. G. Dinâmica de populações planctônicas e fatores físico-químicos

de um sistema artificial raso. 1990. 244p. Tese (Doutorado em Engenharia) -

Universidade de São Paulo, São Carlos, 1990.

NOGUEIRA, M. G.; MATSUMURA-TUNDISI, T. Limnologia de um sistema artificial

raso (Monjolinho Reservoir - São Carlos, SP). I-Dinâmica das variáveis físicas e

químicas. Rev. Bras. Biol., v. 54, p. 147-159, 1994.

118

NOGUEIRA, M. G.; MATSUMURA-TUNDISI, T. Limnologia de um sistema artificial

raso (Monjolinho Reservoir - São Carlos, SP). Dinâmica das populações planctônicas.

Acta Limnol. Bras., v. 8, p. 149-168, 1996.

NUNES, M. F.; CUNHA-SANTINO, M. B.; BIANCHINI JR., I. Aerobic

mineralization of carbon and nitrogen from Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc.

leachate. Acta Limnol. Bras., v. 19, n. 3, p. 1-10, 2007.

OKANO, W. Y. Análise da estrutura e dinâmica populacional da comunidade

zooplanctônica de um reservatório artificial (Represa do Monjolinho, São Carlos -

SP). 1994. 128p. Tese (Doutorado em Ecologia e Recursos Naturais) - Universidade

Federal de São Carlos, São Carlos, 1994.

OSONO, T.; TAKEDA, H. Effects of organic chemical quality and mineral nitrogen

addition on lignin and holocellulose decomposition of beech leaf litter by Xylaria sp.

Eur. J. Biol., v. 37, p. 17-23, 2001.

ORCHARD, A. E. A revision of South American Myriophyllum (Haloragaceae) and its

repercussions on some Australian and North American Species. Brunonia, v. 4, p. 27-

65, 1981.

PAGIORO, T. A.; THOMAZ, S. M. Decomposition of Eichhornia azurea from

limnologically different environments of the Upper Paraná River floodplain.

Hydrobiol., v. 411, p. 45–51, 1999.

PAMPLIN, P. A. Z. Caracterização nictimeral da migração vertical do zooplâncton

em um reservatório artificial raso (Reservatório do Monjolinho, UFSCar, São

Carlos - SP). 1995. 61 p. Monografia - Universidade Federal de São Carlos, São

Carlos, 1995.

PANHOTA,,R. S.; CUNHA-SANTINO, M. B.; BIANCHINI JR., I. Consumos de

oxigênio das mineralizações de lixiviados de Salvinia auriculata e de Utricularia

breviscapa da lagoa do Óleo. In: SANTOS, J. E. P.; PIRES, J. S. R. (Ed.). Estudos

119

integrados em ecossistemas: estação ecológica de Jataí. São Carlos: Rima, 2006. p.

259-273.

PELAÉZ-RODRIGUES, M. Avaliação da qualidade da água da bacia do Alto

Jacaré-Guaçu/SP (Ribeirão do Feijão e Rio do Monjolinho) através de variáveis

físicas, químicas e biológicas. 2001. 145 p. Tese (Doutorado em Engenharia) -

Universidade de São Paulo, São Carlos, 2001.

PERES, A. C. Uso de macroalgas e variáveis físicas, químicas e biológicas para a

avaliação da qualidade da água do rio do Monjolinho, São Carlos, Estado de São

Paulo. 2002. 116 p. Tese (Doutorado em Ecologia e Recursos Naturais) - Universidade

Federal de São Carlos, São Carlos, 2002.

PERET, A. M.; BIANCHINI JR., I. Stoichiometry of aerobic mineralization (O/C) of

aquatic macrophytes leachate from a tropical lagoon (Sao Paulo - Brazil). Hydrobiol.,

v. 528, p. 167-178, 2004.

PRESS, W. H. et al. Numerical recipes in C: the art of scientific computing. New

York: Cambridge University Press, 1993. 994 p.

PETERSON, B. J. et al. Biological responses of a tundra river to fertilization. Ecology,

v. 74, p. 653–672, 1993.

REBOUÇAS, A. C. Água doce no mundo e no Brasil. In: REBOUÇAS, A. C.;

BRAGA, B.; TUNDISI, J. G. (Ed.). Águas doces no Brasil: capital ecológico, uso e

conservação. São Paulo: Escrituras, 1999. p.12-21.

REGALI-SELEGHIM, M. H. R. Rede trófica microbiana em um sistema eutrófico

raso (Reservatório do Monjolinho - São Carlos-SP): estrutura e função. 2001. 92 p.

Tese (Doutorado em Ecologia e Recursos Naturais) - São Carlos-SP, 2001.

REGALI-SELEGHIM, M. H.; GODINHO, M. J. L. Peritrich epibiont protozoans in the

zooplankton of a subtropical shallow aquatic ecosystem (Monjolinho Reservoir, São

Carlos, Brazil). J. Plankton Res., v. 5, n. 26, p. 501-508, 2004.

120

REJMÁNKOVÁ, E.; HOWDKOVÁ, K. Wetland plant decomposition under different

nutrient conditions: what is more important, litter quality or site quality? Biogeochem.,

v. 80, p. 245–262, 2006.

ROCHA, O.; PIRES, J. S. R.; SANTOS, J. E. A bacia hidrográfica como unidade de

estudo. In: ESPÍNDOLA, E. L. G.; MARINELLI, C. E.; ABDON, M. M. (Ed.). A bacia

hidrográfica do Rio do Monjolinho: uma abordagem ecossistêmica e a visão

interdisciplinar. São Carlos: Rima, 2000. p. 1-16.

ROONEY, N.; KALFF, J. Inter-annual variation in submerged macrophyte community

biomass and distribution: the influence of temperature and lake morphometry. Aquat.

Bot., v. 68, p. 321-335, 2000.

ROTHMAN, E.; BOUCHARD, V. Regulation of carbon processes by macrophyte

species in a great lakes coastal wetland. Wetlands, v. 27, p. 1134–1143, 2007.

SALA, M. M.; GUDE, H. Role of protozoans on themicrobial ectoenzymatic activity

during the degradation of macrophytes. Aquat. Microb. Ecol., v. 20, p. 75-82, 1999.

SALAMI, L. N. B. P. Estudo das influências climáticas e antropogênicas nas

características físico-químicas no rio do Monjolinho. 1996. 136 p. Dissertação

(Mestrado em Engenharia) - Universidade de São Paulo, São Carlos, 1996.

SALATI, E.; LEMOS, H. M. Água e desenvolvimento sustentável. In: REBOUÇAS, A.

C.; BRAGA, B.; TUNDISI, J. G. (Ed.). Águas doces no Brasil: capital ecológico, uso e

conservação. São Paulo: Escrituras, 2002. p. 41-47.

SANTOS, M. G.; CUNHA-SANTINO, M. B.; BIANCHINI JR., I. Photodegradation,

chemical and biologic oxidations from mineralization of Utricularia breviscapa

leachate. Acta Limnol. Brasil., v. 18, p. 347-355, 2006.

SAUNDERS, G. W. The transformation of artificial detritus in lake water. Men. Inst.

Ital. ldrobiol, v. 29, p. 261-288, 1972.

121

SCIESSERE, L.; CUNHA-SANTINO, M. B.; BIANCHINI JR., I. Detritus age on

anaerobic mineralization of Salvinia auriculata Aubl. Acta Limnol. Bras., v. 1, n. 19,

p. 43-51, 2007.

SÉ, J. A. S. O Rio do Monjolinho e sua bacia hidrográfica como integradores de

sistemas ecológicos: um conjunto de informações para o início de um processo de

pesquisas ecológicas, de educação e gerenciamento ambientais a longo prazo. 1992. 381

p. Tese (Doutorado em Engenharia) - Universidade de São Paulo, São Carlos, 1992.

SHILLA, D. et al. Decomposition of dominant submerged macrophytes: implications

for nutrient release in Myall Lake, NSW, Australia. Wetland Ecol. Manag., v. 14, p.

427–433, 2006.

SINSABAUGH, R. L.; CARREIROM, M.; ALVAREZ, S. Enzyme and microbial

dynamics of litter decomposition. In: BURNS, R. G.; DICK, R. P. (Ed.). Enzymes in

the environment: activity, ecology, and applications. New York: Mercel Dekker, 2002.

p 249-266.

SIQUEIRA, T.; TRIVINHO-STRIXINO, S. Diversidade de chironomidae (Díptera) em

dois córregos de baixa ordem na região central do estado de São Paulo, através da coleta

de exúvias de pupa. Rev. Bras. Entomol., v. 4, n. 49, p. 531-534, 2005.

STRAŠKRABA, M. Limnological basis of modeling reservoir ecosystems. In:

ACKERMANN, W. C.; WHITE, G. F.; WORTHINGTON, E. B. (Ed.). Geophysical

Monograph Series. Washington: American geophysical union, 1973. p. 517-535

STRAŠKRABA, M. Self-organization, direct and indirect effects. In: TUNDISI, J. G.

(Ed.). Theoretical reservoir ecology and its applications. Leiden: Backhuys

Publishers, 1999. p. 29-51

STRICKLAND, J.; PARSONS, T. A manual of seawater analysis. Bull. Fish. Res. B.

Can., v. 125, p. 1-185, 1960.

122

SUBERKROPP, K. P. Microorganism and organic matter. In: NAIMAN, R. J.; RILBY,

R. E. (Ed.). River and management: lessons from Pacific Coastal Ecoregion. New

York: Springer-Verlag, 2001. p. 120-143.

SWIFT, M. J.; HEAL, D. W.; ANDERSON, J. M. Studies in ecology: decomposition

in terrestrial ecosystems. Oxford: Blackwell, 1979. 371p

TOLEDO JR., A. P. Informe preliminar sobre os estudos para a obtenção de um

índice para a avaliação do estado trófico de reservatórios de regiões quentes

tropicais. São Paulo: CETESB, 1990. Relatório Interno.

TUNDISI, J. G. Represas do Paraná superior: limnologia e bases científicas para o

gerenciamento. In: BOLTOVSKOY, A.; LOPES, H. L. (Ed.). Conferências de

Limnologia. La Plata: Instituto de Limnologia Dr. R. A. Ringuelet, 1993. p. 41-52.

UNITED STATES ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY - USEPA. Rates,

constants and kinetics formulations in surface: water quality modeling. 2

ed. U.S.

Athens: Government Printing Office, 1985. EPA/600/3-85/040.

VALIELA, I. et al. Decomposition in salt marsh ecosystems: the phases and major

factors affecting disappearance of aboveground organic matter. J. Exp. Mar. Biol.

Ecol., v. 89, p. 29-54, 1985.

VIANA, S. M. Riqueza e distribuição de macrófitas aquáticas no rio do Monjolinho

e tributários (São Carlos, SP) e análise de sua relação com variáveis físicas e

químicas. 2005. 130 p. Dissertação (Mestrado em Engenharia) - Universidade de São

Paulo, São Carlos, 2005.

VILLAR, C. A. et al. Litter decomposition of emergent macrophytes in a floodplain

marsh of the Lower Paraná River. Aquat. Bot., v. 70, p. 105–116, 2001.

VOGEL, A. I. Análise inorgânica quantitativa. Rio de Janeiro: Guanabara Dois S. A.,

1992. 712 p.

123

VON SPERLING, M. Introdução a qualidade das águas e ao tratamento de esgotos,

2. ed. Belo Horizonte: UFMG, 1996. 243 p.

VOLLENWEIDER, R. A. Scientific fundamentals of the eutrophication of lake and

flowing waters, with particular reference to nitrogen and phosphorus as factors in

eutrophication. Paris: Technical Reports Water Management Research OECD, 1968.

159 p.

XIE, Y. H.; YU, D.; REN, B. Effects of nitrogen and phosphorus availability on the

decomposition of aquatic plants. Aquat. Bot., v. 80, n. 1, p. 29-37, 2004a.

XIE, Y.; QIN, H.; YU, D. Nutrient limitation to the decomposition of water hyacinth

(Eichhornia crassipes). Hydrobiologia, v. 529, p. 105-112, 2004b.

WARD, A. K.; JOHNSON, M. D. Heterotrophic microorganisms. In: HAUER, F. R.;

LAMBERTI, G. A. (Ed.). Methods in stream ecology. San Diego: Academic Press,

1996. p. 233-268.

WESTLAKE, D. F. Some basic data for investigations of the productivity of aquatic

macrophytes. Men. Ist. Ital. Idrobiol., v. 18, p. 229-248, 1965.

WETZEL, R. G.; ALLEN, H. L. Functions and interactions of dissolved organic matter

and the littoral zone in lake metabolism and eutrophication. In: KAJAK, Z.;

HILLBRICHT-ILKOWSKA, A. (Ed.). Productivity problems of freshwaters.

Polônia: Polish Scientific Publishers - PWN, 1972.p. 333–348.

WETZEL, R. G. Limnology. Philadelphia: Saunders, 1983. 767 p.

WETZEL, R. G. Detritus, macrophytes and nutrient cycling in lakes. Mem. Ist. Ital.

Idrobiol., v. 47, p. 233-249, 1990.

WETZEL, R. G.; LIKENS, G. E. Limnological analyses. New York: Springer–Verlag,

1991. 391 p.

124

WETZEL, R. G. Death, detritus and energy flow in aquatic ecosystems. Freswater

Biol., v.33, p. 83-89, 1995.

WETZEL, R. G. Limnology: lake and river ecosystems. San Diego: Academic Press.

2001. 1006 p.

WILLIAMSON, C. E. et al. Dissolved organic carbon and nutrients as regulators of lake

ecosystems: resurrection of a more integrated paradigm. Limnology Oceanographic, v.

44, p. 795-803, 1999.

125

Anexos

Anexo 1. Concentrações de oxigênio dissolvido (mg L

-1

) no período de fevereiro/2007 a

agosto/2008.

Data da coleta

P1 (montante do

reservatório)

P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

02.07 5,86 6,23 7,07

03.07 5,70 7,36 6,99

04.07 6,09 6,90 6,98

05.07 6,47 6,62 7,27

06.07 7,41 7,51 7,90

07.07 7,51 7,43 8,03

08.07 7,34 7,52 7,65

09.07 6,08 6,63 6,62

10.07 5,56 7,11 6,59

11.07 5,62 6,18 6,24

12.07 5,46 6,61 6,28

01.08 5,65 5,45 6,74

02.08 5,74 5,48 6,30

03.08 5,81 6,97 6,89

04.08 6,08 5,89 6,78

05.08 6,95 7,46 7,78

06.08 6,84 7,38 7,68

07.08 6,36 8,36 8,10

08.08 5,54 7,30 8,02

126

Anexo 2. Concentrações de demanda bioquímica de oxigênio (DBO) em mg L

-1

período de agosto/2007 a agosto/2008.

Data da coleta P1 (montante do

reservatório) P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

08.07 1,12 3,20 1,55

09.07 2,09 3,29 2,59

10.07 3,29 4,68 3,89

11.07 3,03 4,39 3,07

12.07 1,07 4,24 2,70

01.08 1,08 2,91 2,45

02.08 1,05 2,78 1,75

03.08 1,27 3,36 2,83

04.08 0,81 2,15 1,46

05.08 1,76 2,86 2,54

06.08 2,05 2,81 2,85

07.08 2,06 4,00 3,55

08.08 2,55 5,31 4,79

127

Anexo 3. Valores de pH, condutividade (µs cm

-1

) e turbidez (UNT) no período de

fevereiro/2007 a agosto/2008.

Data da

coleta

P1 (montante do

reservatório) P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

pH Cond. Turb. pH Cond. Turb. pH Cond. Turb.

02.07 6,70 49,6 4,21 6,80 42,8 3,97 6,91 43,7 4,02

03.07 6,67 54,1 2,97 6,89 44,8 4,02 6,94 44,1 3,16

04.07 6,76 63,7 2,27 6,94 57,7 3,32 6,95 40,4 4,18

05.07 6,69 41,2 2,90 6,87 41,0 3,13 6,97 39,5 1,15

06.07 6,92 36,4 1,08 7,10 38,4 2,13 7,13 36,9 2,71

07.07 7,02 40,4 4,76 7,26 42,1 5,11 7,47 41,2 6,85

08.07 7,19 41,1 7,16 7,33 41,2 11,20 7,35 40,9 9,57

09.07 6,70 45,1 8,82 6,76 40,8 20,60 6,77 42,0 19,60

10.07 6,48 58,1 9,58 6,65 46,6 19,65 6,59 49,0 19,15

11.07 6,37 42,4 9,92 6,61 42,0 14,45 6,65 39,3 15,25

12.07 6,47 40,4 11,51 6,61 43,2 12,56 6,55 48,8 15,20

01.08 6,01 28,3 34,25 6,17 36,4 43,20 6,29 36,5 43,30

02.08 6,20 39,2 16,70 6,22 38,3 32,35 6,38 40,7 33,75

03.08 6,25 35,5 9,29 6,51 36,6 8,27 6,86 41,5 8,57

04.08 6,29 34,0 7,56 6,47 37,1 10,45 6,56 36,0 11,25

05.08 6,38 47,1 5,29 6,47 38,5 6,64 6,61 37,9 6,96

06.08 6,03 48,7 5,36 6,11 44,4 7,42 6,22 44,3 7,65

07.08 6,08 41,8 5,90 6,35 34,3 7,62 6,32 34,2 8,75

08.08 6,10 48,5 6,62 6,67 44,4 10,48 6,50 46,8 9,78

128

Anexo 4. Valores de temperatura da água (ºC) e precipitação (mm) no período de

fevereiro/2007 a agosto/2008.

Data da

coleta

P1 (montante do

reservatório) P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

Temp. Precip. Temp. Precip. Temp. Precip.

02.07 22,7 191,0 23,4 191,0 22,6 191,0

03.07 21,3 142,0 25,0 142,0 24,6 142,0

04.07 22,0 49,8 23,1 49,8 22,5 49,8

05.07 19,0 66,0 20,0 66,0 20,0 66,0

06.07 11,3 7,2 14,9 7,2 14,0 7,2

07.07 13,5 147,2 14,0 147,2 13,8 147,2

08.07 17,0 0,0 17,5 0,0 17,5 0,0

09.07 19,1 2,2 20,7 2,2 20,1 2,2

10.07 19,9 55,6 19,0 55,6 20,8 55,6

11.07 20,8 149,4 22,9 149,4 21,7 149,4

12.07 22,8 133,8 22,5 133,8 24,2 133,8

01.08 21,3 161,2 22,3 161,2 22,3 161,2

02.08 23,5 191,6 25,5 191.6 23,7 191,6

03.08 22,2 155,6 23,9 155,6 23,2 155,6

04.08 20,9 142,4 21,7 142,4 21,4 142,4

05.08 14,8 39,0 17,9 39,0 17,0 39,0

06.08 14,5 22,4 18,3 22,4 17,5 22,4

07.08 15,0 0,0 16,9 0,0 16,3 0,0

08.08 18,4 34,4 21,5 34,4 19,8 34,4

129

Anexo 5. Concentrações de carbono total (CT), carbono inorgânico (CI) e carbono

orgânico (CO) em mg L

-1

no período de fevereiro/2007 a agosto/2008.

Data da

coleta

P1 (montante do

reservatório) P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

CT CI CO CT CI CO CT CI CO

02.07 4,56 2,97 1,60 4,67 2,97 1,69 4,68 2,98 1,70

03.07 4,70 3,47 1,23 4,60 3,04 1,56 4,76 3,20 1,56

04.07 4,23 3,13 1,10 4,14 2,90 1,24 4,40 3,09 1,31

05.07 3,94 2,76 1,18 4,31 2,99 1,32 4,37 2,96 1,42

06.07 3,83 2,90 0,93 3,67 2,71 0,96 3,67 2,66 1,01

07.07 6,47 3,92 2,55 6,19 3,54 2,65 7,27 4,90 2,38

08.07 5,46 3,57 1,89 5,44 3,28 2,15 5,30 3,19 2,11

09.07 6,85 3,74 3,11 6,65 3,17 3,48 6,36 3,55 2,81

10.07 9,30 4,05 5,25 9,87 3,34 6,53 8,88 3,34 5,54

11.07 8,15 6,55 1,60 7,65 5,22 2,43 7,95 5,53 2,42

12.07 8,11 6,11 2,00 7,99 5,17 2,82 8,15 5,41 2,74

01.08 8,24 5,23 3,01 8,36 5,29 3,07 8,34 5,05 3,29

02.08 8,17 5,60 2,58 8,25 5,29 2,96 7,99 4,98 3,01

03.08 7,84 6,15 1,69 7,62 5,44 2,18 7,64 5,49 2,14

04.08 6,95 5,74 1,21 6,91 5,36 1,55 6,78 5,15 1,63

05.08 7,63 5,28 2,35 7,87 4,76 3,11 6,77 4,65 2,12

06.08 6,47 5,10 1,37 6,41 4,81 1,60 6,33 4,62 1,71

07.08 6,04 4,98 1,06 6,34 4,09 2,26 6,36 4,22 2,15

08.08 7,20 5,85 1,35 7,86 4,54 3,32 8,85 4,88 3,97

130

Anexo 6. Concentrações de P-total (µg L

-1

), fósforo dissolvido (µg L

-1

) no período de

fevereiro/2007 a agosto/2008.

Data da

coleta

P1 (montante do

reservatório) P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

P - total P –dissolv. P - total P - dissolv. P - total P - dissolv.

02.07 50,38 29,17 61,74 39,01 62,50 44,70

03.07 316,29 184,85 177,65 86,36 361,36 125,38

04.07 289,77 114,01 206,44 126,89 351,14 120,83

05.07 170,08 146,21 183,33 126,14 156,82 77,65

06.07 157,58 112,88 188,64 148,86 209,09 63,64

07.07 97,91 91,44 372,18 280,17 398,93 301,95

08.07 109,51 92,96 71,48 54,93 47,89 29,58

09.07 61,03 34,60 34,76 15,24 37,00 17,75

10.07 75,38 55,68 88,64 56,82 135,61 93,56

11.07 67,80 62,12 109,09 98,48 256,97 250,38

12.07 58,33 29,17 121,59 70,45 217,04 124,24

01.08 65,15 33,33 81,06 35,98 125,38 39,39

02.08 118,02 96,90 229,20 166,52 206,93 185,66

03.08 94,84 67,86 128,17 81,35 259,92 128,57

04.08 92,06 76,59 65,08 50,00 55,56 44,44

05.08 30,16 19,44 31,35 21,82 30,95 20,24

06.08 26,69 20,79 31,00 24,27 29,76 20,05

07.08 28,42 20,20 32,19 9,93 32,19 15,07

08.08 34,25 16,78 44,18 13,70 57,19 23,63

131

Anexo 7. Concentrações de nitrato (µg L

-1

), nitrito (µg L

-1

) no período de fevereiro/2007

a agosto/2008.

Data da

coleta

P1 (montante do

reservatório) P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

Nitrato Nitrito Nitrato Nitrito Nitrato Nitrito

02.07 71,49 13,48 44,24 10,29 69,57 10,62

03.07 76,59 27,370 56,60 20,18 53,07 18,38

04.07 75,22 25,33 59,26 15,60 63,63 16,01

05.07 103,00 22,55 113,86 19,20 110,78 20,91

06.07 170,34 21,73 141,02 19,77 130,69 19,04

07.07 174,29 14,13 142,98 9,48 139,27 6,94

08.07 134,13 21,99 137,65 14,22 135,04 13,71

09.07 266,83 34,72 164,74 16,89 179,56 16,82

10.07 335,80 32,44 189,67 5,36 178,54 6,92

11.07 185,94 30,13 97,98 11,46 88,69 9,52

12.07 136,34 24,63 96,69 12,87 92,85 12,13

01.08 47,65 5,28 59,62 6,32 60,11 5,58

02.08 53,89 8,84 41,48 7,45 49,98 8,49

03.08 66,04 32,00 52,43 19,53 48,09 14,94

04.08 81,61 17,86 81,16 15,09 97,25 14,36

05.08 110,20 21,94 108,06 12,83 107,00 12,46

06.08 102,42 16,99 100,86 12,42 121,56 12,09

07.08 284,34 15,03 123,32 7,11 134,65 7,27

08.08 199,82 16,34 96,52 11,68 100,38 18,06

132

Anexo 8. Concentrações de amônio (µg L

-1

) e nitrogênio orgânico total (mg L

-1

) no

período de fevereiro/2007 a agosto/2008.

Data da

coleta

P1 (montante do

reservatório) P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

Amônio N - total Amônio N - total Amônio N - total

02.07 1,32 0,73 3,95 0,88 5,26 0,84

03.07 35,53 0,84 12,83 0,81 34,54 0,80

04.07 59,21 0,77 36,51 0,97 40,13 0,83

05.07 37,83 0,75 24,01 0,81 22,37 0,85

06.07 18,75 0,84 28,95 0,69 32,57 0,69

07.07 44,42 0,80 83,57 0,62 89,44 0,61

08.07 244,64 0,43 185,71 0,47 170,83 0,51

09.07 219,25 0,51 239,88 0,59 240,48 0,57

10.07 171,03 0,54 168,25 0,70 190,48 0,68

11.07 161,90 0,60 101,19 0,59 139,29 0,61

12.07 111,51 0,61 69,05 0,65 113,49 0,65

01.08 25,79 0,67 20,24 0,74 25,40 0,81

02.08 46,73 0,61 56,57 0,46 74,96 0,52

03.08 138,97 0,31 62,50 0,44 77,21 0,41

04.08 69,12 0,33 123,53 0,42 125,00 0,39

05.08 152,94 0,44 81,62 0,50 101,47 0,54

06.08 165,44 0,38 154,41 0,62 162,50 0,56

07.08 52,94 0,44 44,12 0,57 134,56 0,32

08.08 52,94 0,47 44,12 0,50 77,94 0,57

133

Anexo 9. Concentrações de sólidos totais (ST), sólidos totais não filtráveis (STNF) e

sólidos totais dissolvidos (STD) em mg L

-1

no período de agosto/2007 a agosto/2008.

Data da

coleta

P1 (montante do

reservatório) P2 (reservatório)

P3 (jusante do

reservatório)

ST STNF STD ST STNF STD ST STNF STD

08.07 0,046 0,006 0,040 0,045 0,007 0,038 0,045 0,007 0,038

09.07 0,047 0,007 0,041 0,055 0,012 0,043 0,052 0,011 0,041

10.07 0,055 0,008 0,048 0,070 0,013 0,057 0,055 0,012 0,043

11.07 0,054 0,006 0,047 0,050 0,008 0,042 0,057 0,009 0,048

12.07 0,055 0,008 0,047 0,051 0,007 0,044 0,053 0,010 0,044

01.08 0,060 0,015 0,046 0,064 0,024 0,041 0,067 0,023 0,044

02.08 0,052 0,010 0,041 0,055 0,013 0,042 0,057 0,014 0,043

03.08 0,048 0,006 0,042 0,045 0,006 0,039 0,047 0,006 0,041

04.08 0,042 0,004 0,038 0,040 0,005 0,035 0,041 0,006 0,035

05.08 0,048 0,006 0,042 0,036 0,005 0,031 0,039 0,005 0,034

06.08 0,039 0,004 0,035 0,037 0,005 0,032 0,062 0,006 0,056

07.08 0,040 0,004 0,036 0,039 0,006 0,033 0,039 0,008 0,031

08.08 0,044 0,005 0,040 0,047 0,008 0,035 0,044 0,008 0,035

134

Anexo 10. Dados meteorológicos mensais no período de janeiro/07 a dezembro/07

obtidos em estação meteorológica (21°57'42"S e 47°50'28"W; 860m). T= temperatura.

Fonte: http://www.cppse.embrapa.br/servicos/dados-meteorologicos/tmp_lista_dados.

Dados Mensais (2007)

Mês Tmáxima

(ºC)

Tmínima

(ºC)

Tmédia

(ºC)

Precipitação

(mm)

Janeiro 27,1 19,4 23,3 472,8

Fevereiro 29,3 18,8 24,1 191,0

Março 30,2 17,5 23,9 142,0

Abril 28,5 17,9 23,2 49,8

Maio 24,3 13,5 18,9 66,0

Junho 25,7 12,2 19,0 7,2

Julho 23,9 11,6 17,8 147,2

Agosto 27,2 12,7 20,0 0,0

Setembro 29,8 16,0 22,9 2,2

Outubro 31,1 17,5 24,3 55,6

Novembro 27,5 17,0 22,3 149,4

Dezembro 29,0 17,8 23,4 133,8

135

Anexo 11. Dados meteorológicos mensais no período de janeiro/08 a dezembro/08

obtidos em estação meteorológica (21°57'42"S e 47°50'28"W; 860m) T= temperatura.

Fonte: http://www.cppse.embrapa.br/servicos/dados-meteorologicos/tmp_lista_dados.

Dados Mensais (2008)

Mês Tmáxima

(ºC)

Tmínima

(ºC)

Tmédia

(ºC)

Precipitação

(mm)

Janeiro 27,3 18,2 22,8 161,2

Fevereiro 28,3 18,4 23,4 191,6

Março 27,6 17,6 22,6 155,6

Abril 26,5 16,8 21,7 142,4

Maio 24,0 12,7 18,4 39,0

Junho 24,2 12,6 18,4 22,4

Julho 25,4 11,4 18,4 0,0

Agosto 27,1 13,9 20,5 34,4

Setembro 27,0 13,1 20,1 30,4

Outubro 29,1 17,7 23,4 62,8

Novembro 28,9 17,1 23,0 55,6

Dezembro 28,7 17,6 23,2 185,8

Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
 
Milhares de Livros para Download:
 
Baixar livros de Administração
Baixar livros de Agronomia
Baixar livros de Arquitetura
Baixar livros de Artes
Baixar livros de Astronomia
Baixar livros de Biologia Geral
Baixar livros de Ciência da Computação
Baixar livros de Ciência da Informação
Baixar livros de Ciência Política
Baixar livros de Ciências da Saúde
Baixar livros de Comunicação
Baixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNE
Baixar livros de Defesa civil
Baixar livros de Direito
Baixar livros de Direitos humanos
Baixar livros de Economia
Baixar livros de Economia Doméstica
Baixar livros de Educação
Baixar livros de Educação - Trânsito
Baixar livros de Educação Física
Baixar livros de Engenharia Aeroespacial
Baixar livros de Farmácia
Baixar livros de Filosofia
Baixar livros de Física
Baixar livros de Geociências
Baixar livros de Geografia
Baixar livros de História
Baixar livros de Línguas

Baixar livros de Literatura
Baixar livros de Literatura de Cordel
Baixar livros de Literatura Infantil
Baixar livros de Matemática
Baixar livros de Medicina
Baixar livros de Medicina Veterinária
Baixar livros de Meio Ambiente
Baixar livros de Meteorologia
Baixar Monografias e TCC
Baixar livros Multidisciplinar
Baixar livros de Música
Baixar livros de Psicologia
Baixar livros de Química
Baixar livros de Saúde Coletiva
Baixar livros de Serviço Social
Baixar livros de Sociologia
Baixar livros de Teologia
Baixar livros de Trabalho
Baixar livros de Turismo
 
 