ads:
Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul
Faculdade de Biociências
Programa de Pós-graduação em Biologia Celular e Molecular
Desenvolvimento e implementação de um sistema para a detecção e
quantificação absoluta de Mycobacterium tuberculosis usando o gene da
proteína enoil redutase NADH-dependente (inhA).
Autor
Adriano Amaral Montes D’Oca
Orientador
Prof. Dr. Diogenes Santiago Santos
Co-orientador
Prof. Dr. Luiz Augusto Basso
Porto Alegre
2009
ads:
Livros Grátis
http://www.livrosgratis.com.br
Milhares de livros grátis para download.
Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul
Faculdade de Biociências
Programa de Pós-graduação em Biologia Celular e Molecular
Desenvolvimento e implementação de um sistema para a detecção e
quantificação absoluta de Mycobacterium tuberculosis usando o gene da
proteína enoil redutase NADH-dependente (inhA).
Autor
Adriano Amaral Montes D’Oca
Orientador
Prof. Dr. Diogenes Santiago Santos
Co-orientador
Prof. Dr. Luiz Augusto Basso
Porto Alegre
2009
Dissertação apresentada ao
Programa de Pós-Graduação
em Biologia Celular e Molecular
como parte dos requisito para a
obtenção do grau de Mestre.
ads:
AGRADECIMENTOS
Aos meus orientadores Prof. Diógenes Santiago Santos e Prof. Luiz
Augusto Basso pela oportunidade de aprendizado, confiança depositada ao longo
do trabalho e pelos ensinamentos.
Aos meus pais, Ciro e Onéia, pela criação, apoio em todas as horas e como
exemplo a ser seguido.
A todos os colegas de laboratório, em especial a Eraldo Batista e Cristopher
Schneider, por todos os ensinamentos passados durante o trabalho e pela
disposição em tirar dúvidas.
iv
ÍNDICE
LISTAS DE ABREVIAÇÕES ...........................................................................................v
RESUMO .............................................................................................................................vi
Abstract ..................................................................................................................viii
1. INTRODUÇÃO.................................................................................................................1
1.1.Tuberculose........................................................................................................1
1.2. Métodos diagnósticos......................................................................................... 4
1.3. Detecção do Mycobacterium tuberculosis..........................................................6
1.3.1. A Reação em cadeia da Polimerase (PCR) e PCR em Tempo Real........... 8
1.4 O Gene inhA......................................................................................................15
2. OBJETIVOS....................................................................................................................18
2.1 Objetivo Geral...................................................................................................18
2.2 Objetivos Específicos.........................................................................................18
3. ARTIGO CIENTÍFICO.................................................................................................19
Abstract....................................................................................................................23
Introduction.............................................................................................................24
Methods....................................................................................................................25
Results.......................................................................................................................28
Discussion.................................................................................................................30
References................................................................................................................34
Tables and Figures..................................................................................................36
4. CONSIDERAÇÕES FINAIS.........................................................................................40
5. REFERÊNCIAS............................................................................................................. 43
6. ANEXOS..........................................................................................................................51
v
LISTA DE ABREVIAÇÕES
BCG - Bacille Calmette-Guérin
Ct - CyCLE Threshold
cDNA - DNA codificante
DNA – Ácido Desoxiribonucléico
dNTPs - deoxinucleotídeos trifostato
DOTS – Directly observed treatment short course
E. coli - Escherichia coli
TB – Tuberculose
HIV - Human immunodeficiency virus
MDR-TB – Multi drug resistant tuberculosis
mRNA - RNA mensageiro
Mt – Mycobacterium tuberculosis
OD - Densidade Óptica
OMS- Organização Mundial da Saúde
pb – Pares de bases
PPD - Purified Protein Derivative
qRT-PCR - Quantificação da transcrição reversa utilizando PCR em tempo real
RNA – Ácido Ribonucléico
RT-PCR - Transcrição reversa seguida da reação em cadeia da polimerase
XDR-TB – Extensively drug resistant tuberculosis
UV – Luz Ultravioleta
vi
RESUMO
A tuberculose é uma das principais causas de morte ao redor do mundo
envolvendo um único agente infeccioso, o Mycobacterium tuberculosis. A
severidade desta epidemia global é exacerbada pela co-infecção com o HIV, que
alterou drasticamente a epidemiologia da mesma, causando um aumento na
dinâmica de transmissão, morbidade e mortalidade dos infectados, e com o
surgimento de cepas multi-resistentes a drogas. No Brasil, praticamente um
milhão de pessoas está infectado. Com o avanço da genética e biologia molecular,
diversos tipos de métodos laboratoriais vêm sendo utilizados para o rápido
diagnóstico e estudo da patogenicidade de doenças infecciosas de diversos
microorganismos. A disponibilidade de seqüências genômicas de um grande
número de microrganismos patogênicos proverá uma melhor compreensão de sua
genética evolutiva, virulência e interações com o hospedeiro. O presente estudo
tratou da implementacão de um teste para deteccão e quantificação absoluta de
Micobacterium sp. a partir do emprego da reação em cadeia da polimerase
associada a fluorescência. Para tanto, o gene da enoil-ACP redutase NADH-
dependente (inhA) foi selecionado como gene identificador e primers e sonda
marcada com fluoróforo (TaqMan
®
) foram desenhados. Padrões para
quantificação absoluta foram produzidos a partir da clonagem da sequencia
identificadora em plasmídios, sendo posteriormente empregados em ensaios para
quantificacão de amostras de DNA isoladas de escarro de pacientes portadores de
tuberculose e células de M. tuberculosis em cultura. Os resultados mostraram que
o sistema utilizando a inhA como gene identificador nas condicões implementadas
vii
foi capaz de amplificar de 10
6
a 10
1
células de M.tuberculosis em cultura.
Comparativamente ao método da espectrofotometria, o ensaio em tempo real
empregando o gene da inhA foi mais sensível, apresentando menor variação em
número absolutos. Amostras de DNA (n=13) isoladas de escarro de pacientes
portadores de tuberculose de ++ e +++ foram submetidas ao ensaio e foram
postivamente detectadas com variação de três ordens de magnitude. Amostras de
indivíduos controle saudáveis não apresentaram sinal positivo, atestando a
especificidade do sistema.
Palavras-chave: Mycobacterium tuberculosis, PCR em tempo real, Método
diagnóstico.
viii
ABSTRACT
Tuberculosis is one of the main causes of death around of the world, a
disease caused by the pathogen Mycobacterium tuberculosis. The severity of this
global epidemic is exacerbated by the co-infection with the HIV, that drastically
modified the epidemiology of the same one, causing an increase in the
transmission dynamics, morbididy and mortality of infectaded subjects and the
emergence of M. tuberculosis multidrug-resistant strains. In Brazil, practically one
million of people is infected. With the advance of molecular biology and genetics, a
diverse type of methods have been developed to allow fast diagnosis and a better
understanding of the pathogenicity of infectious illnesses of several
microorganisms. This study focuses on the implementation of a test to detect and
quantify Micobacterium sp. using the polimerase chain reaction (PCR) associated
with fluorescence. To this purpose, the gene of the enoil-ACP redutase NADH-
dependent (inhA) was selected as the identification gene and primers/probe
marked with fluorophores (TaqMan
®
) were designed and synthesized. Standards
for absolute quantification were produced through cloning of the inhA sequence in
plasmids and further used as standards in assays for quantification of DNA
samples isolated from sputum from patients diagnosed with tuberculosis. In
parallel, M. tuberculosis cultures were used to assess the variability of the PCR
assay compared with spectrophotometry, a standard method for cell number
determination. The results showed that the system using inhA as identification
gene in the implemented conditions was capable to amplify 10
6
the 10
1
cells of
M.tuberculosis in culture. Compared to the method of the spectrophotometry, the
ix
real-time assay was more sensible, presenting less variation in absolute numbers.
Samples DNA samples isolated from sputum of TB patients (n=13) classified as ++
and +++ according to the baciloscopy method showed a wide range of
Mycobacterium numbers, that reached three orders of magnitude. Importantly,
DNA samples isolated from sputum of otherwise healthy individuals did not show
any increase in fluorescence, which attested the specificity and reliability of the
test.
Keywords: Mycobacterium tuberculosis, Real Time PCR, Diagnostic Method.
1
1. INTRODUÇÃO
1.1. Tuberculose
A tuberculose (TB), causada pelo Mycobacterium tuberculosis, é uma das mais
importantes doenças infecciosas na atualidade, constituindo um grave problema de saúde
publica. O ressurgimento da TB deve-se principalmente ao aumento na incidência de
resistência a drogas, surgimento da epidemia de HIV/AIDS no início da década de 1980,
aumento no número de usuários de drogas injetáveis, mudanças na estrutura social,
aumento do número de imigrantes de países com alta prevalência de TB em países
desenvolvidos, envelhecimento da população mundial, transmissão em ambientes de
aglomerados humanos, como prisões, hospitais e asilos para desabrigados e à deterioração
de sistemas de saúde (1). Segundo a Organização Mundial da Saúde (OMS), a TB mata
mais pessoas que malária e AIDS juntas.
A OMS estima que ocorram cerca de 8 a 10 milhões de novos casos de TB e 3
milhões de mortes por ano, atingindo principalmente os adultos mais jovens e produtivos.
Nesta década, estima-se que 90 milhões de pessoas desenvolverão a doença e 30 milhões
morrerão se as condições atuais não forem drasticamente alteradas (2). Anualmente, a TB é
responsável pela morte de 100.000 crianças e, no Brasil, ocorrem 161.800 novos casos
positivos de TB. Estima-se que de hoje até 2020, mais 1 bilhão de pessoas serão infectadas,
200 milhões desenvolverão a doença, e 70 milhões morrerão, caso o controle não seja
reforçado (3). A principal maneira de transmissão se dá através de partículas infectivas. Em
pacientes com tuberculose ativa, a tosse caracteriza sintomas de inflamação pulmonar
crônica, além de ser o principal mecanismo de disseminação do organismo para novos
hospedeiros (4). Estas partículas infectivas, expelidas através da tosse, espirro ou fala de
2
uma pessoa com a doença ativa são propelidas do pulmão para o ar, podendo permanecer
em suspensão durante algumas horas, representando uma doença altamente contagiosa (5).
A infecção é normalmente transmitida de pessoa a pessoa através da inalação de partículas
infectivas resultantes da formação de aerossóis de secreções respiratórias (3).
Pode-se dizer que a infecção por HIV alterou drasticamente a epidemiologia e a
história “natural” da tuberculose, causando um aumento na sua dinâmica de transmissão,
morbidade e mortalidade. O diagnóstico de tuberculose entre pacientes HIV positivos
tornou-se mais difícil devido a fatores como: falsos negativos nos testes de tuberculina;
achados atípicos em raios X torácicos de tuberculose pulmonar; tuberculose pulmonar com
esfregaço de escarro negativo para bacilos álcool-ácido resistentes; tuberculose
extrapulmonar (envolvendo principalmente a pleura, mediastino, pericárdio e linfonodos)
(1).
Torna-se evidente que a epidemia de HIV favorece o surgimento de linhagens do
bacilo da tuberculose resistentes a drogas em pacientes co-infectados, uma vez que, nestes
casos, há um maior índice de abandono do tratamento, além de facilitar uma rápida
disseminação destas linhagens para outras pessoas (6). Em pacientes HIV positivos
infectados por Multi-drug resistant tuberculosis (MDR-TB), os índices de mortalidade
freqüentemente superam 80%, com um intervalo entre o diagnóstico e a morte dos
pacientes variando entre 4 a 16 semanas (7), fazendo com que MDR-TB seja conhecida
como “a mais maligna infecção oportunista associada à infecção por HIV” (8).
O tratamento atualmente recomendado pela OMS consiste na administração
combinada das drogas isoniazida, rifampicina, pirazinamida e estreptomicina (ou
etambutol) durante os 2 primeiros meses, seguida por uma combinação de isoniazida e
rifampicina por pelo menos mais 4 meses, ou seja, a administração de 4 drogas durante 2
3
meses, e 2 drogas durante 4 meses. No entanto, a longa duração do tratamento, os
desagradáveis efeitos colaterais das drogas e a complacência humana com o tratamento
levaram a OMS a investir em medidas de adesão universal ao tratamento, por meio de um
processo conhecido como DOTS (directly observed treatment short-course), através do
qual agentes de saúde aconselham seus pacientes, monitoram seu progresso, e observam a
ingestão de cada dose da medicação (5); evitando o abandono do tratamento e posterior
surgimento de cepas resistentes as drogas utilizadas.
Em 1º de setembro de 2006, a OMS, anunciou uma nova e mortal cepa de
Mycobaterium tuberculosis, extensivamente resistente a drogas (XDR-TB) detectada em
Tugela Ferri, uma cidade rural da província de Kwazulu-Natal (9), o epicentro sul-africano
de infecção por HIV/AIDS. Dentre 544 pacientes estudados nessa área em 2005, 221
possuíam resistência a múltiplas drogas (MDR-TB), sendo resistentes a pelo menos duas
drogas de primeira escolha, que no caso são isoniazida e rifampicina. Desses 221 casos, 53
fora identificados como XDR-TB, isto é, MDR-TB resistente a três drogas das seis
possíveis, escolhidas como drogas de segunda linha (10).
Esses dados representam mais de um sexto de todos os casos de XDR-TB
reportados no mundo (11). Desses 53 casos, 44 foram positivos para a co-infecção por HIV.
A sobrevivência média dos pacientes, desde o momento da coleta da saliva, foi 16
dias para 52 dos 53 casos de XDR-TB, incluindo 6 trabalhadores saudáveis, e indivíduos
fazendo tratamento com antiretrovirais (12).
Os casos diagnosticados de XDR-TB representam uma pequena porção da
verdadeira extensão do problema. O número de pessoas que possuem essa infecção latente
é desconhecido. Estatísticas oficiais subestimam a verdadeira prevalência da XDR-TB,
como as recomendações para a prescrição de condição nos quais os testes de
4
susceptibilidade devem ser realizados para M. Tuberculosis (13). As recomendações para
esses testes de susceptibilidade devem ser realizadas para pacientes que já tenham feito o
tratamento preconizado pela OMS para a TB, ou que após dois meses de tratamento não
tenham obtido respostas positivas.
Um diagnóstico de MDR-TB e de XDR-TB pode levar diversas semanas; e
questões seguem remanescentes com o que fazer com os pacientes suspeitos de estarem
infectados com essa variação de tuberculose, enquanto aguardam a confirmação do
resultado (13).
Uma grande quantidade de casos de cepas resistentes a isoniazida, o
antituberculostático de primeira escolha para o tratamento, foram documentados em todo o
mundo, além dos recentes casos de XDR-TB na África do Sul, sendo necessário o
planejamento de novas drogas para o controle da doença, além da sua correta identificação
para a escolha do melhor tratamento.
1.2. Métodos diagnósticos
Desde seu desenvolvimento por Robert Koch em 1882, a técnica de baciloscopia ou
esfregaço de escarro para bacilos álcool-ácido resistentes sofreu poucas modificações, e
continua sendo um dos métodos mais rápidos de detecção de M. tuberculosis. O esfregaço
de escarro é uma maneira simples de diagnosticar tuberculose, além de ter baixo custo e ser
de fácil acesso (1).
O teste de tuberculina (PPD), um monitoramento epidemiológico que está
atualmente disseminado mundialmente, pode ser utilizado para detectar uma infecção de
muitos anos atrás ou mesmo de origem recente (14), e é a única maneira de diagnosticar
5
uma infecção latente pelo bacilo de Koch, através de hipersensibilidade do tipo tardia
contra antígenos micobacterianos (4). O teste básico de tuberculina, ou teste de Mantoux,
consiste de 5 unidades de tuberculina (aproximadamente 0,1 mL) do precipitado de M.
tuberculosis no sobrenadante da cultura (PPD) injetada intradermicamente no antebraço.
Normalmente, um halo contendo entre 6 a 10 mm de diâmetro é produzido no local de
aplicação da injeção, o qual ocorre normalmente após 48 a 72 horas da administração (15).
É importante salientar que a área de enrijecimento, e não a do eritema seja medida.
Parece não haver risco de uma reação excessiva em indivíduos vacinados com BCG, de
qualquer forma, reações severas só ocorreram em pacientes que já foram infectados com
TB, previamente tratado com TB, ou que tiveram uma reação severa no passado (16).
Entretanto a vacinação com BCG também produz reatividade ao PPD, fazendo com que a
utilização e confiabilidade deste teste diminuam com o aumento de crianças vacinadas com
BCG (14).
O diagnóstico de tuberculose consiste de sinais e sintomas, detecção por raios-X e
detecção in loco do bacilo de M. tuberculosis. Atualmente a cultura bacteriana, corada
através do método de Ziehl-Neelsen e o PCR (Polymerase chain reaction) são utilizadas
para detectar o bacilo da tuberculose. Os métodos de cultura só são possíveis de realizar
com mais de 100 M. tubeculosis presente em 1 mL de cultura. Entretanto a especificidade
do método de cultura é perto dos 100%, sendo utilizado como diagnóstico final, sendo
necessário de 3 a 8 semanas para cultivar a bactéria. Com isso, o método de cultura é muito
caro para ser implementado em laboratórios clínicos.
O método de coloração através de Ziehl-Neelsen é um procedimento relativamente
simples, rápido e com um custo reduzido. Todavia, ele necessita de 5000 a 10000 bactérias
presentes em 1 mL de amostras e não distingue M. tuberculosis de outras micobactérias
6
não-tuberculosas, levando para uma sensibilidade baixa (22-78%) (17-20). A detecção por
PCR ocorre diretamente na amostra clínica e não necessita um longo tempo de incubação,
sendo ideal para um diagnóstico preliminar. A desvantagem do método PCR é que ela não
detecta somente M. tuberculosis viável, mas também a não viável. Além do mais esse
método não deve ser utilizado como diagnóstico definitivo (17, 21-23).
Para o diagnóstico de MDR-TB, são realizados testes de sensibilidade do bacilo a
drogas antituberculose (através do sistema Bactec
®
), usando-se concentrações estabelecidas
de drogas, e um controle sem drogas como referência. Durante a incubação, é realizado um
monitoramento diário, onde as amostras que apresentam uma leitura estável ou decrescente
representam linhagens susceptíveis, e aquelas que apresentam uma leitura crescente
representam as linhagens resistentes. Outro método é o método de proporção, através do
qual se pode definir com quais drogas e em quais concentrações mínimas ocorre à inibição
de pelo menos 99% do crescimento bacteriano (24).
Espera-se que os métodos moleculares sejam cada vez mais utilizados para o rápido
diagnóstico e estudo da patogenicidade e epidemiologia de doenças infecciosas. Com isso,
haverá uma maior disponibilidade de seqüências genômicas de um grande número de
microrganismos patogênicos, provendo uma melhor compreensão de sua genética
evolutiva, virulência e interações com o hospedeiro (25), possibilitando assim um melhor
tratamento dos indivíduos infectados.
1.3. Detecção do Mycobacterium tuberculosis
Diversas técnicas para detectar polimorfismos no DNA bacteriano foram utilizados
para estudos epidemiológicos da transmissão da TB. A capacidade de identificar
7
corretamente os agentes infecciosos que causam doenças é o foco central da epidemiologia
e de decisões de saúde pública, porém não existem métodos satisfatórios para armazenar
esses dados (26). Desde que a bacteriologia se transformou em ciência (27), vários esforços
foram feitos para assegurar que um único sistema de nomenclatura fosse utilizado como os
publicados no Bergey’s Mannual of Systematic Bacteriology (28) para o estabelecimento de
um comitê internacional para a unificação dos sistemas de nomenclaturas bacteriano
(http://www.iuns.org/comcofs/comcofsbam.html). Nem sempre existe um método correto
para o processo; por exemplo, o conceito de espécies, a unidade taxonômica fundamental, e
que é aplicada para as bactérias, continua sendo um assunto de muitos debates (29), em
parte devido ao conceito aplicado de cruzamentos híbridos entre espécies, utilizado em
muitos organismos superiores ser inaplicável para bactérias.
No caso de bactérias patogênicas, ou com importância econômica, mudanças de
nomenclatura podem implicar em diversas complicações. Por exemplo, o conceito de
nomen periculosum (nome perigoso) é aplicado como nomenclatura para bactérias que
possam causar danos à saúde humana ou que possa trazer sérias conseqüências econômicas,
desrespeitando a precisão biológica, sendo esse nome rejeitado. Nessa área, a tênue linha
que separa espécies e subespécies é frequentemente duvidosa, sendo mais freqüente nos
patógenos mais perigosos incluindo organismos como Yersinia pestis (30) e Bacillus
antracis (31).
A aceitação da teoria dos germes e subsequentemente desenvolvimento das ciências
irmãs: microbiologia e imunologia, no fim do século XIX e início do século XX, marcaram
a transição para entender a bacteriologia em geral e as doenças infecciosas em particular
(32).
8
Durante a última década do século XX, o desenvolvimento e aplicação de técnicas
de análise molecular resultaram em outro rápido aumento dos conhecimentos, como a
disponibilidade das seqüências completas dos genomas, sendo essa a vantagem mais
evidente em relação ao século XIX (32).
Conhecimentos de genomas completos, e a da utilização de técnicas de PCR
fizeram com que fosse possível analisar qualquer mudança genética em qualquer parte do
genoma, por determinação direta da seqüência de nucleotídeos (32).
Isso levou a um avanço na técnica, pois os alvos de tipagem podem ser escolhidos
racionalmente, e não ao acaso, e sua variação genética pode ser analisada em qualquer
laboratório que tenha acesso básico à tecnologia de biologia molecular (33). Finalmente, a
tecnologia de seqüênciamento é genérica e, pela construção de oligonucleotídeos
iniciadores utilizados para amplificação e por determinação de seqüência de nucleotídeos,
qualquer organismo pode ser estudado por esse método.
Todos os numerosos métodos moleculares que estão em uso possuem diferentes
desvantagens (32), tais como combinações de discriminação inadequada, limitadas número
de reagentes, pouca reprodutibilidade entre os laboratórios e incapacidade de quantificar as
relações genéticas entre as cepas depois de isoladas. Todas estas deficiências levaram ao
desenvolvimento de diagnósticos moleculares.
1.3.1. A Reação em cadeia da Polimerase (PCR) e PCR em Tempo Real
As análises moleculares podem ser de grande utilidade como determinante de
prognóstico na prática clínica, desde que haja confiabilidade, rapidez e simplicidade no
método aplicado. Normalmente, os estudos de amplificação gênica são realizados
9
utilizando o Southern blot ou o dot blot, dois procedimentos que requerem amostras em
concentração elevada e de boa qualidade e requerem muito tempo até a obtenção do
resultado.
Assim, verificamos que técnicas de hibridização não são as mais adequadas quando
objetivamos estudar a amplificação gênica em amostras tumorais que normalmente são
escassas, quando provenientes de biópsia ou aspirado medular ou de baixa qualidade, como
quando o DNA precisa ser extraído de amostras envolvidas em parafina. Outro ponto
desfavorável em relação às técnicas de hibridização é a morosidade do método.
O avanço da ciência sobre a compreensão dos genes trouxe para a rotina do
laboratório de genética, ferramentas que permitem o diagnóstico em nível molecular. Na
linha das doenças genéticas, o permanente desenvolvimento de novos protocolos tem
permitido a pesquisa de pequenas alterações na seqüência de DNA, como, por exemplo, na
fibrose cística.
Finalmente, a PCR tem um grande potencial na medicina forense. Sua sensibilidade
torna possível utilizar uma amostra bastante pequena (traços mínimos de sangue e tecidos
que poderiam conter os restos de somente uma única célula) e ainda se obter uma
“impressão digital de DNA” da pessoa da qual a amostra foi coletada, podendo assim fazer
comparações com aqueles obtidos de vítimas e/ou suspeitos de casos de infração penal (34).
A PCR consiste na síntese 5’ – 3’ repetitiva de DNA através da extensão de uma
região do ácido nucléico com a utilização de oligonucleotídeos iniciadores.
A amplificação de uma amostra pela técnica de PCR requer um par de iniciadores,
os quatro deoxinucleotídeos trifostato (dNTPs), íons de magnésio (MgCl
2
), que devem estar
em maior concentração que os dNTPs e uma DNA polimerase termoestável para sintetizar
10
o DNA. As concentrações de iniciador, dNTP e magnésio são variáveis de acordo com a
reação.
Vários fatores devem ocorrer durante a reação de PCR, a cada ciclo. O primeiro é a
desnaturação da dupla fita de DNA que acontece quando a reação é aquecida a 92-96ºC. O
tempo necessário para a desnaturação depende da geometria do tubo, do termociclador, do
volume da reação e da proporção de C+G (citosina e guanina) da seqüência de DNA. Nos
casos em que temos altas quantidades de C+G, a adição de glicerol, utilização de
Dimetilsulfóxido e o aumento do tempo de desnaturação podem melhorar o resultado da
reação.
O segundo evento do ciclo de PCR é o anelamento dos iniciadores à fita de DNA
que será sintetizada como molde para a nova fita. A temperatura varia de 37 a 65ºC,
dependendo da homologia dos iniciadores pela seqüência alvo e da composição dos
iniciadores. O anelamento ocorre com sucesso quando os iniciadores estão em maior
concentração que o DNA e seu tamanho são muitas vezes inferiores, assim eles hibridizam
com sua seqüência complementar em um espaço de tempo bem menor que o necessário
para as fitas se renaturarem.
A última fase do ciclo é a extensão, a partir dos iniciadores, por uma polimerase
termoestável. Tradicionalmente, esta fase do ciclo é realizada a 72ºC. O tempo necessário
para copiar a fita de DNA complementar depende do tamanho do produto de PCR (35).
Os testes baseados em amplificação de ácidos nucléicos são utilizados para detectar
regiões específicas do genoma de TB por amplificação de regiões específicas do DNA
micobacteriano. Uma meta-análise extensa, envolvendo diversos trabalhos foi recentemente
publicado, demonstrando o desempenho de testes comercialmente disponíveis e testes in-
house para diagnóstico de escarro positivo/negativo para tuberculose (36). É evidente
11
nesses estudos que o principal uso da amplificação de ácidos nucléicos é restrito à
confirmação da presença do bacilo da tuberculose em amostras de escarro positiva onde um
pré-teste é necessário devido à grande probabilidade de pacientes infectados por
tuberculose. Isso acontece predominantemente em países em desenvolvimento ou pobres
onde o maior número de casos de tuberculose é reportado pela Organização Mundial da
Saúde.
Além disso, grande variação nos testes demonstra que os mesmos são altamente
dependentes do operador (pouca reprodutibilidade). Além disso, ambos os testes não
diferenciavam entre micobactérias vivas ou mortas.
Ultimamente, o mais novo avanço tecnológico que partiu da própria técnica de PCR
e que vem sendo utilizados para a identificação e quantificação de vários microorganismos,
foi a PCR em Tempo Real, que permite a quantificação das amostras amplificadas, sendo
de grande relevância para diagnósticos de patógenos e doenças genéticas. Dentre as
vantagens, desta técnica em relação a PCR qualitativa estão à facilidade na quantificação,
maior sensibilidade, maior precisão, reprodutibilidade e acurácia, velocidade na análise,
melhor controle de qualidade no processo e menor risco de contaminação.
Recentemente foram desenvolvidos ensaios PCR em Tempo Real específicos para
vários microorganismos (37, 38) com a finalidade de aperfeiçoar o diagnóstico. A técnica
da PCR em Tempo Real quantitativo é uma metodologia confiável, capaz de quantificar a
concentração do produto de PCR gerado durante cada ciclo da reação. Para tanto, são
necessários um método de detecção do acúmulo de produto de PCR e um termociclador
acoplado a um computador para registrar os resultados a cada novo ciclo de reação.
Antes do instrumento de PCR em Tempo Real ser desenvolvido, a reação de PCR
quantitativa era realizada adicionando-se Brometo de Etídio ou qualquer outro intercalante
12
de DNA ao produto de PCR num ciclo da reação que era determinado empiricamente. Este
produto de PCR era aplicado a um gel de agarose e as bandas encontradas quantificadas por
algum método densitométrico. A reação de PCR competitiva aumentou a capacidade de
quantificação, mas nenhum destes métodos fornecia dados quantitativos realmente
confiáveis.
O primeiro relato de PCR em Tempo Real foi feito em 1993 por Higuchi (39), que
usando Brometo de Etídio como intercalante durante a reação de PCR, e um termociclador
modificado, para irradiar as amostras com luz ultravioleta (UV), conseguia detectar a
fluorescência resultante da reação com uma câmera acoplada. O gráfico resultante da
fluorescência gerada em função do número de ciclos representa de maneira precisa à
concentração de produtos de PCR que está sendo gerado a cada ciclo da reação, exceto nos
ciclos iniciais, ou seja, aqueles que precedem à fase exponencial.
A PCR em tempo real requer uma plataforma de instrumentação que contém um
termociclador com sistema ótico para a excitação da fluorescência e na coleção da emissão
e um computador com um software para a aquisição de dados e análise final da reação.
Estas máquinas, disponíveis de diversos fabricantes, diferem na capacidade da amostra (96
poços padrão, processamento de poucas amostras ou requerem tubos capilares de vidro
especializados), no método de excitação (lasers ou fontes claras do espectro largo com
filtros ajustáveis), e na sensibilidade total.
Apesar de precisa e mais confiável que as demais metodologias utilizadas para
quantificação até então, está técnica apresentava alguns inconvenientes, pois, detectava a
fluorescência produzida por produtos de PCR não específicos, além do uso de uma
substância carcinogênica, o brometo de etídio.
13
A PCR em tempo real realiza a quantificação destes ácidos nucléicos de maneira
precisa e com maior reprodutibilidade, porque determina valores durante a fase exponencial
da reação. O ponto onde o ciclo atinge o limiar da fase exponencial é denominado de
CyCLE Threshold (Ct). Este ponto permite a quantificação exata e reprodutível baseado na
fluorescência.
Assim, outras técnicas foram desenvolvidas a fim de aprimorar o método, porém
mantendo o mesmo princípio. Atualmente, os métodos mais utilizados são os corantes
intercalante SYBER Green I e as sondas TaqMan
®
, molecular beacons e D-LUX
®
(40).
As reações são caracterizadas por uma amplificação logarítimica da seqüência alvo,
que é aumento das cópias de PCR seguido por uma fase platô mostrando um rápido
decréscimo a zero do número de cópias amplificadas por ciclo. Entretanto, as análises da
PCR não nos fornecem informações sobre a atividade biológica do gene produto
(proteínas), estudos genômicos funcionais têm demonstrado uma correlação entre a função
de uma proteína e os padrões de expressão desses genes (40). O conceito de PCR em
“tempo real” consiste na detecção do acúmulo dos produtos da PCR. O sistema da PCR em
tempo real é baseado em sondas e primers que permitem alta especificidade na técnica. O
desenvolvimento de sonda fluorogênicas eliminou a necessidade de processamento pós-
PCR como ocorria em sistemas antigos. Duas técnicas principais estão disponíveis, as quais
exploram as fases de extensão ou de anelamento, respectivamente, para gerar a emissão de
fluorescência. Em ambos os casos o sinal de fluorescência aumenta com cada ciclo de
amplificação da PCR (41).
A transcrição reversa seguida da reação em cadeia da polimerase (RT-PCR) é um
método in vitro, utilizado para amplificar enzimaticamente seqüências definidas de RNA ou
DNA (42). A PCR em tempo real tem sido adotada em estudos de expressão de genes que
14
requerem alta sensibilidade e exatidão na quantificação dos níveis de mRNA de uma
pequena amostra de tecido (43, 44). Portanto, ensaios baseados em RT-PCR constituem
atualmente no método mais efetivo e sensível para caracterizar ou confirmar o padrão de
expressão do gene de interesse e comparar os níveis de expressão em diferentes amostras.
A tecnologia de quantificação da transcrição reversa utilizando PCR em tempo real (qRT-
PCR) tem recentemente sido utilizada na quantificação da expressão de genes em tumores,
tendo uma primordial importância na investigação de padrões de genes responsáveis pelo
desenvolvimento do câncer, progressão e respostas ou resistência ao tratamento.
Especificidade, sensibilidade e reprodutibilidade serão características qualitativas mais
importantes para o uso desta tecnologia em diagnóstico clínico (41). Os fluoróforos são
moléculas que absorvem e emitem luz em um comprimento de onda específico. Os sistemas
de detecção da PCR em Tempo real utilizam estas moléculas que permitem o
acompanhamento da reação ao longo dos ciclos. TaqMan
®
é uma sonda (fragmento de
DNA marcado usado para hibridizar com outra molécula de DNA) utilizada para detectar
seqüências especificas nos fragmentos de DNA amplificados na PCR. Esta sonda apresenta
em uma extremidade um fluoróforo, e na outra extremidade um quencher (molécula que
aceita energia do fluróforo na forma de luz e a dissipa na forma de luz ou calor). Os
produtos da reação são detectados pela fluorescência gerada após a atividade exonuclease
5’ – 3’ da Taq DNA polimerase.
Durante a PCR em tempo real a sonda TaqMan
®
hibridiza com a seqüência da fita
simples de DNA complementar e alvo para a amplificação. No processo da amplificação a
sonda TaqMan
®
é degradada devido à atividade exonuclease 5’- 3’ da Taq DNA
polimerase, separando o quencher da molécula fluorescente durante a extensão. A
separação do fluoróforo do quencher resulta em um aumento da intensidade da
15
fluorescência. Assim, durante o processo de amplificação a emissão de luz é aumentado de
forma exponencial. Esse aumento da fluorescência ocorre apenas quando a sonda hibridiza
e quando a amplificação da seqüência alvo é estabelecida (48).
A reação com a TaqMan
®
é considerada um método sensível para determinar a
presença ou ausência de seqüências específicas (46).
A aplicação em diagnósticos, como à detecção de patógenos, ou doenças, torna-se
interessante uma vez que esta técnica permite a quantificação e rapidez do resultado, pois
não mais requer a detecção em gel de eletroforese, necessário na análise da PCR.
Utilização da PCR em Tempo Real em tempo real tem as seguintes aplicações:
- Identificação de alelos em DNA genômico;
- Análise de seqüências virais, bacterianas ou de protozoários a partir de várias
fontes;
- Análise de patógenos em alimentos;
- Análise de produtos transgênicos;
1.4 O Gene inhA
O gene inhA é o principal alvo molecular de ação da isoniazida, um dos fármacos
mais utilizados no combate à tuberculose. A enzima inhA catalisa a transferência de um
átomo de hidrogênio para o substrato alocado em seu sítio catalítico usando NADH, que é
um agente redutor encontrado em inúmeros processos bioquímicos nos seres vivos, como
fonte de hidrogênio.
O gene que codifica enoil-ACP redutase NADH-dependente do sistema FASII
(síntese de ácidos graxos tipo II) codifica a proteína InhA que está diretamente envolvida
na biosíntese de ácidos micólicos. O produto do gene inhA é a proteína enoil-ACP redutase
16
NADH-dependente que catalisa a redução da cadeia 2-transenoil possuindo no mínimo 12
átomos de carbonos (47, 48). Essa atividade enzimática corresponde ao último passo de
cada elongação de dois carbonos na via de biossíntese de ácidos graxo.
Figura 1: Sistema de biosíntese de ácidos graxos em micobactérias (49).
A isoniazida (INH) continua sendo a principal droga no tratamento e controle da
proliferação da Tuberculose, mesmo com o aumento de casos de pacientes resistentes à
droga (50).
Em 1952 foi descoberto que a izoniazida possuía atividade antituberculostática, em
testes aleatórios no qual o alvo de ação é desconhecido (51, 52). Estudos preliminares
demonstraram que a INH inibe a síntese de ácidos micólicos, α-alquil β-hidroxi e ácidos
graxos de cadeia superior (60 a 90 carbonos de comprimento) que cobre a superfície da
micobactéria (53, 54).
Uma das principais características de patogenicidade encontrada na M. tuberculosis
é o seu envelope celular altamente distinto de outros organismos (55). Sua membrana
17
citoplasmática é encapsulada por uma camada rígida de peptídeoglicano que se encontra
covalentemente ligada ao arabinogalactano, que por sua vez encontra-se ligado aos ácidos
micólicos, um das principais características das micobactérias (56).
Os ácidos micólicos tornaram-se uma das principais características de definição
taxonômica de muitos gêneros como Mycobacterium, Corynebacterium, Dietzia, Nocardia
e Rhodococus. Ácidos micólicos são ácidos graxos -hidróxi, -alquil de alto peso
molecular, apresentando-se frequentemente como ésteres ligados em blocos de
tetramicolilpentaarabinosil nas micobactérias. As características principais que distinguem
os ácidos micólicos de M. tuberculosis dos presentes em outros gêneros são: sua extensão,
apresentando de 70 a 90 carbonos e a ramificação de 20 a 26 carbonos; a porção de
ácidos meromicólicos contém um a dois grupamentos, comumente ligações duplas ou anéis
ciclopropanos; podem conter funções oxigenadas em adição ao grupo -hidróxi e
ramificações metil na cadeia meromicolato (57). O principal alvo da Isoniazida é o produto
do gene inhA, que se localiza após a ORF que codifica a β-cetoacil redutase (MabA) no
operon inhA (58).
Com isso, propomos o primeiro passo para a utilização e implementação do PCR
em tempo real empregando o gene inhA como identificador para a detecção e quantificação
de Mycobacterium tuberculosis como uma alternativa aos métodos diagnósticos utilizados
atualmente na rotina clínica.
18
2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo Geral
O objetivo geral da realização desse trabalho é o desenvolvimento e validação de
um método rápido e confiável para utilização em diagnóstico para Mycobacterium
tuberculosis através do gene inhA utilizando PCR em tempo real.
2.2 Objetivos Específicos
1. Validação de um sistema para detecção e quantificação de Mycobacterium
tuberculosis empregando o gene inhA;
2. Comparação com método de cultura.
19
3. ARTIGO CIENTíFICO
Title of the article
Validation of a system for detection and absolute quantification of Mycobacterium
tuberculosis using the enoyl-acyl carrier protein gene (inhA).
J Bras Pneumol
20
Development and validation of a system for detection and absolute quantification of
Mycobacterium tuberculosis using the NADH-dependent enoyl-(acyl-carrier-protein)
reductase gene (inhA).
Desenvolvimento e implementação de um sistema para a detecção e quantificação
absoluta de Mycobacterium tuberculosis usando o gene da proteína enoil redutase
NADH-dependente (inhA).
1. Adriano A. Montes D’Oca, Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e
Molecular, Centro de Pesquisas em Biologia Molecular e Funcional (CP-BMF), Pontifícia
Universidade Católica do Rio Grande do Sul – PUCRS – Porto Alegre (RS) Brasil.
2. Cristopher Z. Schneider PhD, Postdoctoral Fellow, Centro de Pesquisas em Biologia
Molecular e Funcional (CP-BMF), Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul
– PUCRS – Porto Alegre (RS) Brasil.
3. Eraldo L. Batista Júnior PhD, Centro de Pesquisas em Biologia Molecular e Funcional,
(CP-BMF), Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul – PUCRS – Porto
Alegre (RS) Brasil.
4. Luiz Augusto Basso PhD, Programa em Biologia Molecular e Celular, Centro de
Pesquisas em Biologia Molecular e Funcional (CP-BMF), Pontifícia Universidade Católica
do Rio Grande do Sul – PUCRS – Porto Alegre (RS) Brasil.
5. Diógenes S. Santos PhD, Faculdade de Farmácia, Centro de Pesquisas em Biologia
Molecular e Funcional (CP-BMF), Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul
– PUCRS – Porto Alegre (RS) Brasil.
Address for correspondence: Prof. Dr. Diógenes S. Santos, Instituto Nacional de Ciência e
Tecnologia em Tuberculose (INCT-TB), Av. Ipiranga 6681 – TECNOPUC – Prédio 92A,
Porto Alegre, RS 90619-900, Brazil.
22
Resumo
Objetivo: O presente estudo tratou da implementacão de um teste para deteccão e
quantificação absoluta de Micobacterium sp. a partir do emprego da reação em cadeia da
polimerase associada a fluorescência. Métodos: o gene da enoil-ACP redutase NADH-
dependente foi selecionado como gene identificador e primers e sonda marcada com
fluoróforo (TaqMan
®
) foram desenhados. Padrões para quantificação absoluta foram
produzidos a partir da clonagem da sequencia identificadora em plasmídios, sendo
posteriormente empregados em ensaios para quantificacão de amostras de DNA isoladas de
escarro de pacientes portadores de tuberculose e células de M. tuberculosis em obtidos de
culturas. Resultados: o sistema utilizando a inhA como gene identificador nas condições
implementadas foi capaz de amplificar de 10
6
a 10
1
células de M.tuberculosis em cultura.
Comparativamente ao método da espectrofotometria, o ensaio em tempo real empregando o
gene da inhA foi mais sensível, apresentando menor variação em número absolutos.
Amostras de DNA isoladas de escarro de pacientes portadores de tuberculose de ++ e +++
foram submetidas ao ensaio e foram positvamente detectadas com variação de três ordens
de magnitude. Indivíduos controle saudáveis não apresentaram sinal positivo, atestando a
especificidade do sistema. Conclusões: o emprego do gene inhA para detectar e quantificar
Mycobacterium sp. mostrou-se confiável e sensível. Amostras de DNA isoladas de escarro
de pacientes saudáveis não paresentaram aumento na fluorescência, atestando sua
especificidade frente a outros patógenos.
Palavras-chave: Mycobacterium tuberculosis; PCR em tempo real; Tuberculose,
diagnóstico; enoil redutase NADH-dependente (inhA).
23
Abstract
Objective: This study dealt with the implementation of a test for detection and absolute
quantification of M. tuberculosis using the polymerase chain reaction (PCR) associated
with fluorescence. Methods: the gene encoding the NADH-dependent enoyl-(acyl-carrier-
protein) reductase (inhA) enzyme was selected as the identification gene, and primers/probe
marked with fluorophores (TaqMan
®
) were designed and synthesized. Standards for
absolute quantification were produced by cloning the M. tuberculosis inhA sequence in
plasmids, which were further used as standards in assays for quantification of DNA in
samples isolated from sputum of patients diagnosed with TB. In parallel, M. tuberculosis
cultures were used to assess the variability of the PCR assay compared with measurement
by spectrophotometry, a standard method for cell number determination. Results: under the
conditions tested, the system using inhA as the identification gene was able to amplify 10
6
the 10
1
cells of M. tuberculosis in culture. Compared to the spectrophotometric method, the
real-time assay was more sensible, presenting less variation in absolute numbers. DNA
samples isolated from sputum of TB patients, classified as ++ or +++ according to the
baciloscopy method, showed a wide range of M. tuberculosis cell numbers that reached
three orders of magnitude. Conclusions: the method employing the inhA gene to detect and
quantify Mycobacterium sp. seems reliable; DNA samples isolated from sputum of
otherwise healthy individuals did not show any increase in fluorescence, which attested the
specificity the test.
Key words: Mycobacterium tuberculosis; Real-Time PCR; Tuberculosis, diagnosis;
NADH-dependent enoyl-(acyl-carrier-protein) reductase gene (inhA)
24
Introduction
Tuberculosis (TB) remains a leading cause of morbidity and mortality around the world.
According to World Health Organization reports, from 8 to 9 million new infections and 2
million deaths occurred worldwide in 2005, and more than 80% of all TB patients lived in
Sub-Saharan Africa and Asia (1). It is believed that approximately one-third of the world’s
population is infected with M. tuberculosis in a latent, asymptomatic form. (2). The severity
of this global epidemic is exacerbated by the concomitant epidemic of HIV infection and
the emergence of M. tuberculosis multidrug-resistant strains. The ability to properly
identify infectious agents which cause disease in populations at risk is a major goal of
epidemiology studies and public health decisions.
Different methods have been advocated to detect and diagnose infection by M. tuberculosis.
The tuberculine test, an epidemiological monitoring that is nowadays worldwide known,
has been used to detect an infection even of recent origin, and it is the only way to diagnose
a latent infection by the TB bacillus (3). The staining method developed by Ziehl-Neelsen
is a quite simple, quick, and cheap procedure; however, it needs from 5,000 to 10,000
bacteria be present in 1 ml of a clinical sample, which leads to low sensitivity (22-78%) (4-
7). All the diagnosis methods that are currently in use have different disadvantages (9), e.g.,
inadequate combinations of discrimination, limited number of reagents, low reproducibility
in different laboratories, and inability of identifying genetic relationships between strains
after isolation.
Detection of M. tuberculosis by nucleic acid amplification tests is attractive owing to the
possibility of directly detecting the TB bacilli in clinical respiratory specimens. PCR-based
assays for detection of M. tuberculosis have both sensitivity and specificity of conventional
microbiological culture, but have the additional advantage of being faster (8). Knowledge
25
of complete genome sequences and use of the PCR technique made it possible to analyze
genetic variations in genomes by direct determination of nucleotide sequences of specific
genes (9), which has led to significant advances in the field.
Here, we show a first step toward the development and implementation of a quantitative,
nucleic acid-based detection approach using the M. tuberculosis NADH-dependent enoyl
reductase gene (inhA) as the identification gene in a PCR test associated with fluorescence.
Methods
Subjects involved in the present study were selected from patients consecutively admitted
in the Sanatório Partenon ambulatory (Porto Alegre, RS, Brazil) previously diagnosed with
TB by the Ziehl-Neelsen method (smear). This project was fully approved by the Ethics
Committee Council of the Sanatório Partenon. Individual who entered the trial received
thorough information about the purpose of this study and agreed to enroll, signing and
Informed Consent. Samples were classified according to the number of bacilli per field as
recommended (++, +++). After proper diagnosis, patients were asked to spit in a sterile
container that was then closed and labeled. Samples not processed on the very day of
collection were stored a freezer (-20°C) for up to a week.
DNA isolation from cells of the sputum (3-5 ml per patient) involved material obtained
from 13 individuals consecutively admitted at the Sanatório Partenon for diagnosis and
treatment of TB. All of them were originally diagnosed as TB carriers and classified as ++
e +++ based on the smear test. Each sputum sample was transferred to 50-ml Falcon tubes,
received an equal volume of 4% NaOH, and was incubated at room temperature for 30
minutes. Next, the same volume of 4% HCl was added to the sample, and the mixture was
centrifugated for 10 minutes at 13,000 rpm. The protocol for DNA isolation was followed
26
according to the manufacturer’s instructions (DNeasy® Tissue Kit, Quiagen, USA). To that
end, the supernatant was discarded and the pellet was re-suspended in 180 µl of lysis buffer
(20 mM Tris-Cl, pH 8, 0,2 mM EDTA sodium, 1.2% Triton® X-100, and 20 mg/ml
lysozyme). The mixture received proteinase K and was further incubated for 30 minutes at
37°C. Proteinase K was inactivated and ethanol (96-100%) was added. The mixture was
then transferred to mini columns and subjected to successive washes until elution. The
DNA was stored at -20°C until further processing.
M. tuberculosis was cultured according to standard procedures. For small-volume cultures,
M. tuberculosis H37Rv was inoculated in 10 ml of Middlebrook 7H9 (Difco) liquid
medium supplemented with 10% (v/v) OADC (oleic acid, albumin, dextrose, catalase;
Becton Dickinson) and 0.05% (w/v) Tween 80 (Sigma) in a 50-ml tube. Cultures were
incubated at 37°C up to an optical density of ~ 0.4-0.5 for absorbance at 580 nm. The
spectrophotometric measurements were made in disposable plastic cuvettes in a total
volume of 1 ml and the conversion factor used was of 0.4 OD
580
= 2.5 x 10
8
cells. The
collected cells were centrifuged during 10 minutes at 7,500 rpm. The DNA was isolated as
described above. Approximately 1.5 ml of M. tuberculosis culture was collected and
centrifuged for 5 minutes at 5,000 rpm, and the supernatant was discarded. The pellet was
re-suspended in PBS (200 µl), incubated at 90°C for 15 minutes, and centrifuged again for
3 minutes. The supernatant was discarded and the pellet was lysed by treatment with
proteinase K. After this, ethanol (96-100%) was added and then the mixture was transferred
for the chromatographic column and centrifuged at 8,000 rpm for 1 minute. After
successive washes, the DNA retained on the membrane of the column was eluted with 100
µl of buffer.
27
The TaqMan assay was designed according to standard procedures, using a primer/probe
design software (Primer Express, Applied Biosystems, Foster, CA, USA). The genomic
sequence of the M. tuberculosis inhA gene (acession # DQ056349) was uploaded into the
software and the design of primers and probe was performed by the software according to
optimum standard cycling conditions established for the thermocycler used (denaturing
temperature at 95°C and annealing/extension at 60°C). The designed sequences were then
submitted to a primer/probe synthesis service (Custom-Assays, Applied Biosystems,
Foster, CA, USA). The primers (F5’-cggcgtattcgtatgcttcgatg-3’, R5’-catgccgacgatggaacct-
3’) and a FAM-labeled probe (5’-ctgccgatcatgaacc-3’) were synthesized so as to flank a 74-
bp region of the inhA gene. Sequence detection was carried out by running DNA samples in
a thermocycler (ABI 7500, Applied Biosystems, Foster, CA, USA) using a 50-cycle 2-step
PCR protocol (95°C-40 s/60°C-60 s). The amplification mixture also contained appropriate
concentrations of buffer, dNTPs, MgCl
2
, recombinant Taq DNA polymerase and ROX
internal normalization control (TaqMan Master Mix, Applied Biosystems, Foster, CA,
USA).
The standards for absolute quantification were obtained from the previous amplification of
M. tuberculosis genomic DNA, targeting the inhA sequence. Therefore, primers were
designed to flank the sequence of recognition covered by the primers and probe TaqMan to
inhA, adding a margin of 68 pairs of upstream basis and 73 pairs of downstream basis from
primer forward and reverse from the set TaqMan, respectively (total amplicon size = 200
bp). The primers (F-5’-accgggatgggcatcaacccg-3’, R-5’-gcgctcttggcgaccgtcatccagttg-3’)
were used in a final concentration of 300 nM in the 50-µl amplification reaction mix
containing 10 mM of dNTPs, 2 mM of MgCl
2
, 2 units of Taq DNA polymerase blend
(Platinum High Fidelity®, Invitrogen, Carlsbad CA, USA), buffer and 500 ng of M.
28
tuberculosis genomic DNA. The reaction was maintained by an initial cycle of 94°C for 10
minutes, 28 cycles of 94°C (30 s), 59°C (30 s), and 68°C (45 s) followed by a final step of
68°C for 15 minutes The amplification products were separated by electrophoresis in 1%
agarose gel, stained with ethidium bromide, and checked in a UV transilluminator for the
amplicon (200 pb). The corresponding bands were isolated from the agarose gel, purified,
and TA-cloned (RBC Bioech); nearly 100 ng of the amplicon of the purified inhA was
incubated with 25 ng of the vector and two units of T4 DNA ligase, ATP and buffer for 12
hours at 15°C. The recombinant vectors were used to transform E. coli cells through
electroporation and propagated in LB agar plates containing ampicillin (50 µg/ml) for 12
hours at 37°C. The colonies grown overnight were propagated in LB liquid medium
containing ampicillin (50 µg/ml) for 12 hours at 37°C with constant shaking. The culture (5
ml) was then centrifuged (10,000 rpm) and the pellet lysed for plasmid purification. The
plasmid DNA concentration was determined by fluorimetry (QuBit, Invitrogen, Carlsbad,
CA, USA) and the absolute numbers of plasmid molecules calculated as previously
reported (Yun et al. 2006). Dilution of the stock plasmids was carried out (2 x 10
5
units of
plasmid/µl) and aliquoted. Serial dilution of plasmids was set from 10
6
to 10
1
cells for real-
time PCR loading.
Results
To evaluate the TaqMan
®
assay using the inhA sequence as the identifier gene, three
samples of M. tuberculosis cultures kept in parallel were evaluated by a standard method
and compared to the generated quantification of the system used in Real-Time. As
described in Materials and Methods, the obtained cell cultures were measured in suspension
through spectrophotometry as described above (12). The results, as can be observed in
29
Table 1, were in fact close in both methods. However, a tendency in the Real-Time PCR
technique was noticed, in presenting higher absolute quantitative values compared to the
OD measure only. It was also observed that absolute numbers obtained by PCR from three
independent cultures were less scattered, pointing out a lower dispersion and higher
reproducibility. Besides that, as observed by serial dilution of cell numbers, the system was
able to detect up to 10 DNA molecules of M. tuberculosis as determined by the serial
dilution (Fig. 1).
The amplification results showed that there was a variable number of M. tuberculosis DNA
molecules in the sputum of ill patients, as can be observed in Table 2. Since only 1 µl of
DNA was used in the amplification assay, the numbers obtained by Real Time were further
multiplied by 1,000 to get molecules per ml. There was a significant variation in total
numbers of cells detected, which reflected differences in the cycle threshold (Ct) based on
variable orders of magnitude (Figure 1A). No correlation could be established between the
absolute numbers of DNA molecules and the baciloscopy classification (++ and +++).
Samples classified as +++ ranged between 2.8 x 10
7
and 1.11 x 10
5
cells (Ct = 25.12 to
37.55 respectively), whereas the only two samples that were scored ++ had 4.09 x 10
5
and
9.69 x 10
6
cells (Ct =32.56 and 28.59), respectively. On the other hand, DNA isolated from
healthy individuals did not present any sign of amplification (Figure 2B), attesting the
specificity and stringency of the system, as a result of the lack of similarities between the
primers/probe used and other pathogens and/or eukaryotic genes likely present in the pool
of isolated DNAs.
30
Discussion
Considering the increasing difficulty in performing fast tests with high specificity and
sensibility for detection of M. tuberculosis in suspected TB cases, this work proposes the
development and validation of a system for detection and quantification of M. tuberculosis
using the inhA gene. The tested approach can be used as a diagnosis method to be
implemented in laboratories as an alternative or complement to the diagnosis methods
available nowadays, that might lead to false negative cases, i.e., as in the case of the
tuberculin tests and smear (1). There have not been many significant advances in TB
diagnosis since the development of the smear test by the Ziehl-Neelsen technique. Besides,
molecular tools can offer advantages over conventional techniques such as conventional
microbiological culture, when it comes to reducing the analysis time as well as aspects
related to logistics. In the past few years, specific PCR tests in Real Time were developed
for a variety of microorganisms (13, 14) with the purpose of improving the diagnosis. The
possibility of monitoring PCR in real time revolutionized the process of quantification of
DNA and RNA. PCR in real time performs the quantification of these nucleic acids in a
precise way and with higher reproducibility, because it determines values during the
exponential phase of the reaction. In the present study, a fluorescence-based PCR was used
in real time, targeting the inhA gene of M. tuberculosis as the identification gene.
Standards were synthesized so that fluorescence could be monitored and used to generate a
regression equation, enabling calculation of unknown samples. The cloning of the target
sequence into vectors and their use as standards have been a frequent approach. Plasmid
DNA can be obtained in elevated numbers and provide a long lasting source of material to
be used for quantification. Owing to the ability of the technique to detect a wide range of
numbers of DNA molecules, between 10
1
to 10
6
, the system presents great sensitivity.
31
Considering the fact that the patients were consecutively admitted during the period of the
study’s execution, it was not possible to make this comparison. That is because the smear
test + is not considered in a first moment as a positive case for TB infection, still requiring
the clinical exam along with another positive smear test to confirm TB diagnosis. No
correlation could be established between the results of baciloscopy and the absolute
numbers of M. tuberculosis in the assays herein presented. Actually, there was a significant
variation in the total numbers detected for every sample. As a matter of fact it must be
recognized that most of the samples were within the +++ classification, which prevented a
more precise association. However, it is noteworthy that the smear test may be prone to
variations due to the fact it is based on direct counting of the cells. Analysis of the absolute
numbers obtained for +++ showed variation that reached three orders of magnitude (2.8 x
10
7
to 1.11 x 10
5
cells), suggesting little correlation between the smear test and absolute
numbers of M. tuberculosis based on real time quantification of DNA.
There are reports of mutations in the inhA gene reported among M. tuberculosis isoniazid-
resistant strains, as the mutation S94A (11). This mutation is located in the site of
connection of NADH with the InhA enzyme, reducing the affinity for the cofactor NADH
(11). Because of that, the mutant protein has a higher K
i
by the adduct INH-NADH, and it
is more resistant to the inhibition than the wild enzyme (13). In the samples analysed, it
would not be possible to identify resistant strains because they would be out of the
amplification region covered by the primers/probe herein described. For the detection of
mutant strains in the inhA gene, new primers and probe would be necessary, something that
was beyond the scope of this study. In other words, the use of our primers/probe design to
detect mutations in the inhA gene sequence would lead to false negative results. Our results
showed a difference between the number of cells in culture detected by optical density and
32
PCR in Real-Time. This difference in cell numbers was probably due to the fact that, in
culture, M. tuberculosis cells form aggregates (clumps) that affect proper reading in a
cuvette (14), which points out to an underestimation of cell numbers calculated by
spectrophotometry as opposed to direct DNA detection. This finding was corroborated by a
larger variation of absolute numbers calculated by spectrophotometry as opposed to real
time.
The mycobacterial DNA isolation technique used in this research involved various steps of
purification, in conditions where the aggregates were not critical since the cells were
efficiently lysed. Therefore, the analysis by PCR in Real-Time was more precise. It should
be noted that the protocol described does not allow determination of the viability of the
detected bacilli, considering that it detects genomic DNA only. To determine the viability,
it would be necessary to perform RNA purification, reverse transcription, and then the same
primers and probes should be used in DNA detection. In addition, the same protocol can be
used in the implementation of a test to evaluate for presence of M. tuberculosis in
macrophages that would be useful to test compounds with potential anti-TB effect.
Until the present moment there is limited number of reports relating the number of bacilli
found in biological samples and DNA detection. Most research data are limited to the
identification of M. tuberculosis (15,16), differentiation of species of the genus
Mycobacterium (17), or yet the detection of paucibacillary samples (18,19), crucial to the
identification in patients with TB meningitis in cerebrospinal fluid. One of the critical
aspects in the detection of DNA traces in biological fluids is without a question the
efficiency of the DNA purification from the sample. This is a critical step, since the DNA
isolated from biological fluids in contaminated patients also contains DNA from other
sources, such as oral bacteria and host cells. In this matter, approaches that could enrich
33
mycobacterial DNA obtained from such samples would be less prone to variations since
efficiency of the amplification reaction would likely be higher.
In the present work, we showed the rationale of a method for detection and quantification
of M. tuberculosis using the inhA gene as a model. As described, the approach has potential
applications in clinical diagnosis and laboratory tests to evaluate anti-TB drugs as well. As
shown, it has been able to detect a wide range of M. tuberculosis cell numbers, which calls
attention to its use as a powerful tool in diagnosis. Further studies will focus on the
detection of M. tuberculosis in paucibacilar TB cases and strategies to correlate absolute
numbers of M. tuberculosis cells to smear tests.
34
References
1. World Heath Organization. Global tuberculosis control - surveillance, planning,
financing. WHO Report. 2007. Geneva, Switzerland: World Health Organization. P. 1-277.
2. Dye C, Scheele S, Dolin P, Pathania V, Raviglione MC. Consensus statement.
Global burden of tuberculosis: estimated incidence, prevalence, and mortality by country.
WHO Global Surveillance and Monitoring Project. JAMA. 1999;282(7):677-87.
3. Glickman MS, Jacobs Jr WR. Microbial pathogenesis of Mycobacterium
tuberculosis: dawn of a discipline. Cell. 2001; 104(4):477-485
4. Kim MH, Yang HY, Suh JT, Lee HJ. Comparison of in-house PCR with
conventional techniques and Cobas Amplicor M. tuberculosis kit for detection of
Mycobacterium tuberculosis Yonsei Med J. 2008; 49(4):537-44.
5. Kivihya-Ndugga L, van Cleef M, Juma E, Kimwomi J,Githui W, Oskam L, et al.
Comparison of PCR with the routine procedure for diagnosis of tuberculosis in a population
with high prevalences of tuberculosis and human immunodeficiency virus. J. Clin.
Microbiol. 2007; 42(3):1012-5.
6. Almeida J, Garcia A, González J, Quintó L, Ventura PJ, Vidal R et al. Clinical
evaluation of an in house IS6110 polymerase chain reaction for diagnosis of tuberculosis.
Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2000; 19(11):859-67.
7. American Thoracic Society.. Diagnostic standards and classification of
tuberculosis in adults and children. Am. J. Respir. Crit. Care. Med. 2000; 161:1376-95.
8. D’Amato RF, Wallman AA, Hochstein LH, Colaninno PM, Scardamaglia M,
Ardila E, Ghouri M et al. Rapid diagnosis of pulmonary tuberculosis by using Roche
AMPLICOR Mycobacterium tuberculosis PCR test. J. Clin. Microbiol. 1995; 33(7):1832-
1834.
9. Maiden, MC. Multilocus sequence typing of bacteria. Annu. Ver. Microbiol.
2006; 60: 561-88.
10. Greco S, Girardi E, Navarra A, Saltini C. Current evidence on diagnostic
accuracy of commercially based nucleic acid amplification tests for the diagnosis of
pulmonary tuberculosis. Thorax. 2006; 61(9):783-90.
11. Quémard A, Sacchettini JC, Dessen A, Vilchezes C, Bittman R, Jacobs Jr WR et
al. Enzymatic characterization of the target for isoniazid in Mycobaterium tuberculosis.
Biochemistry 1995; 34(26): 8235-8241.
12. Yun JJ, Heisler LE, Hwang II, Wilkins O, Lau SK, Hyrcza M, et al. Genomic
DNA functions as a universal external standard in quantitative real-time PCR. Nucleic
Acids Res. 2006(12); 13;34-40.
35
13. Kramme S, Bretzel G, Panning M, Kawuma J, Drosten C. Detection and
quantification of Mycobacterium leprae in tissue samples by real-time PCR. Med.
Microbiol. Immunol. 2004; 193(4):189-93.
14. Palomares C, Torres MJ, Torres A, Aznar J, Palomares JC. Rapid detection and
identification of Staphylococcus aureus from blood culture specimens using real-time
fluorescence PCR. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2003; 45(3):183-9.
15. Vilchèze C, Wang F, Arai M, Hazbon MH, Colangeli R, Kremer L, et al.
Transefer of a point mutation in Mycobacterium tuberculosis inhA resolves the target of
isoniazid. Nat. Med 2006; 12(9):1027-29.
16. McCammon MT, Gillette JS, Thomas DP, Ramaswamy SV, Graviss EA,
Kreiswirth BN, Vijg J, et al. Detection of rpoB mutations associated with rifampin
resistance in Mycobacterium tuberculosis using denaturing gradient gel electrophoresis.
Antimicrob. Agents Chemother. 2005; 49(6):2200-9.
17. Pao CC, Yen TS, You JB, Maa JS, Fiss EH, Chang CH. Detection and
identification of Mycobacterium tuberculosis by DNA amplification. J. Clin. Microbiol.
1990; 28(9):1877-80.
18. Shrestha NK, Tuohy MJ, Hall GS, Reischl U, Gordon SM, Procop GW.
Detection and differentiation of Mycobacterium tuberculosis and nontuberculous
mycobacterial isolates by real-time PCR. J. Clin. Microbiol. 2003; 41(11):5121-6.
19. Takahashi T, Nakayama T. Novel technique of quantitative nested real-time
PCR assay for Mycobacterium tuberculosis DNA. J. Clin. Microbiol. 2006; 44(3):1029-39.
19. Takahashi T, Tamura M, Asami Y, Kitamura E, Saito K, Suzuki T, Takahashi S
N, et al. Novel wide-range quantitative nested real-time PCR assay for Mycobacterium
tuberculosis DNA: development and methodology. J. Clin. Microbiol. 2008; 46(5):1708-
15.
36
Culture OD (number of cells) Real-Time (number of cells)
1 0.284 (1.7 x 10
5
) 1.64 x 10
5
2 0.216 (1.35 x 10
5
) 1.81 x 10
5
3
0.174 (1.08 x 10
5
) 1.78 x 10
5
TABLE 1 . Quantification of Mt cultures according to different methods
37
Sample Baciloscopy Ct
Cells/
l
Cells/ml
1 +++ 29 5.872 5,87 x 10
6
2 +++ 28.81 7.436 7,43 x 10
6
3 +++ 27.31 16.870 1,68 x 10
7
4 +++ 30.13 3.142 3,14 x 10
6
5 +++ 33.57 259 2,59 x 10
5
6 +++ 27.8 11.920 1,19 x 10
7
7 +++ 34.47 125 1,25 x 10
5
8 +++ 34.55 111 1,11 x 10
5
9 ++ 32.56 409 4.09 x 10
5
10 +++ 31.97 761 7.61 x 10
5
11 +++ 30.29 2.441 2,44 x 10
6
12 +++ 25.12 28.085 2,80 x 10
7
13 ++ 28.59 9.691 9,69 x 10
6
*DNA collected from sputum as described in Material and Methods
TABLE 2. Quantification of biological samples based on the amplification of the inhaA
gene*.
38
Figure 1. Scattered Plot of the Analysis of Mt numbers through OD and Real-Time.
Results of three independent cutures show higher dispersion for samples analysed by
spectrophotometry whereas Real-Time PCR provided more reproducible numbers of
absolute DNA.
39
Figure 2. Amplification histogram plots of sample amplification. DNA isolated from
patients diagnosed with TB was amplifed, showing a important variation in the numbers
based on cycle trhreshold (a). DNA isolated from sputum of individual deemed healthy
showed no signal (flat line), depicting absence of Micobacterium DNA (b).
A
B
40
4. CONSIDERAÇÕES FINAIS
É perturbante a maneira como a tuberculose é tratada nos dias de hoje: uma doença
que mata uma pessoa a cada 16 segundos, com um teste diagnóstico com mais de 100 anos
de idade, uma vacina que foi desenvolvida há aproximadamente 80 anos e drogas que não
são modificadas há pelo menos 40 anos (59). Nos últimos anos houve uma modificação no
perfil dos pacientes diagnosticados com tuberculose devido ao aumento do número de casos
associados a AIDS (2). Com isso, as características epidemiológicas da tuberculose foram
drasticamente alteradas, causando um aumento na dinâmica de transmissão, morbidade e
mortalidade dos infectados. Assim, torna-se evidente que o aumento do número de casos de
HIV, em pacientes anteriormente infectados por tuberculose favorece o surgimento de
cepas capazes de resistir às principais drogas utilizadas no tratamento dos indivíduos
infectados. Isso se soma à duração do tratamento, pois existe um maior índice de abandono
do mesmo levando a disseminação destas linhagens para outras pessoas (6)
Devido as dificuldades para realizar testes com grande especificidade e com a devida
agilidade, é proposto nesse trabalho o desenvolvimento e validação de um sistema para
detecção e quantificação de Mycobacterium tuberculosis empregando o gene inhA. A
abordagem testada pode ser utilizada como método diagnóstico a ser implementado em
laboratórios como uma alternativa ou complemento aos métodos diagnósticos atualmente
disponíveis que muitas vezes incidem em casos de falsos negativos, isto é, como no caso
dos testes de tuberculina e da baciloscopia (60).
Atualmente, conta-se com desenvolvimento de métodos moleculares baseados, dentre
outros, na reação da cadeia da polimerase em tempo real, utilizados para o diagnóstico
41
rápido e estudos de patogenicidade e epidemiologia de diversos tipos de doenças
infecciosas.
Com a capacidade da técnica em quantificar o número de moléculas entre 10
1
a 10
6
e
como cada cópia do gene inhA amplificado corresponde a um bacilo o sistema apresenta
grande especificidade tendo a capacidade de detectar a baciloscopia + (uma cruz), que não
é considerada num primeiro momento, um caso positivo para tuberculose, necessitando
ainda do exame clínico e de mais uma baciloscopia positiva para confirmação do quadro.
Com uma pequena modificação no desenho de primers e sonda, seria possível a
detecção de cepas mutantes no gene inhA na região de, algo que não foi o escopo deste
trabalho. Isso significa que o gene inhA amplificado pelo sistema aqui descrito poderá ter
incluído cepas com mutações. Isso se torna importante clinicamente, pois através da
quantificação do número de moléculas de DNA de Mt presentes seja possível fazer um
monitoramento paralelo dos efeitos da terapia em cepas mutantes, como nos casos das já
anotadas para o gene inhA (61, 62).
Cabe salientar que o protocolo aqui descrito não permite a determinação da
viabilidade dos bacilos detectados, visto que o mesmo detecta DNA genômico. Para
determinação da viabilidade, seria necessário o isolamento de RNA e transcrição reversa
para posterior quantificação. Esse processo pode ser implementado com relativa facilidade
utilizando-se os mesmos primers e sondas empregadas na detecção do DNA, antecedidos
por uma etapa de transcrição reversa. Além disso, o mesmo protocolo pode ser empregado
na implementação de um teste para avaliação da invasibilidade de macrófagos que seria útil
no teste de compostos com potencial efeito anti-tuberculose .
42
Esse trabalho possibilitou a validação de um sistema para detecção e quantificação
de Mycobacterium tuberculosis empregando o gene inhA utilizando PCR em tempo real,
demonstrando uma possível utilização na clínica. Atualmente a técnica é limitada pelo alto
custo dos reagentes e equipamentos.
43
5. REFERÊNCIAS
1. Fätkenheuer G., Taelman H., Lepage P., Schwenk A. & Wenzel, R. (1999). The return of
tuberculosis. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 34, 139-146.
2. Enarson D.A. & Murray J.F. (1996). Global epidemiology of tuberculosis. In:
Tuberculosis (Rom, W.M. & Garay, S., Eds.), pp. 57-75. Little, Brown and Co., Boston,
MA.
3. Pasqualoto K.F.M. & Ferreira E.I. (2001). An approach for the rational design of new
antituberculosis agents. Current Drug Targets 2, 427-437.
4. Glickman M.S. & Jacobs W.R. Jr. (2001). Microbial pathogenesis of Mycobacterium
tuberculosis: dawn of a discipline. Cell 104, 477-485.
5. NSB Editorial comment. (2000).Taming tuberculosis-again. Nature Structural Biology
7(2), 87-88.
6. Brennan P.J. (1997). Tuberculosis in the context of emerging and reemerging diseases.
FEMS Immunology and Medical Microbiology 18, 263-269.
7. Riley L.W. (1993). Drug-resistant tuberculosis. Clinical Infectious Diseases 17(2), 442-
446.
8. Nolan C.M. (1997). Nosocomial multidrug-resistant tuberculosis: Global spread of the
third epidemic. J. Infect. Dis. 176, 748-751.
9. South African Press Association (2006 September 1) New deadly TB strain detected In
SA. Disponível em:
http:⁄⁄www.iol.co.za/index.php?set_id=1&click_id=125&art_id=qw1157125502467B243.
Acessado em 01 de março de 2009.
44
10. Centers for Disease Control and Prevention (2006). Emergence of Mycobacterium
tuberculosis with extensive resistance to second-line drugs worldwide, 2000–2004. MMWR
Morb. Mortal Wkly. Rep. 55: 301–305.
Disponível em: http://www.medicalnewstoday.com/medicalnews.php?newsid=40511.
Acessado em 01 de março de 2009.
11. WHO (2006). Emergence of XDR-TB. WHO concern over extensive drug resistant TB
strains that are virtually untreatable. Disponível em:
http://www.who.int/tb/xdr/news_release_5september2006/en/index.html Acessado em 01
de março de 2009.
12. Gandhi N Moll A., Pawinski R., Zeller K., Lalloo U. et al. (2006). Extensively drug-
resistant tuberculosis as a cause of death in patients co-infected with tuberculosis and HIV
in a rural area of South Africa. The Lancet 368(9547), 1554-6.
13. Singh J.A., Upshur R. & Padayatchi N. (2007). XDR-TB in South Africa: No Time for
Denial or Complacency. PLoS Med. 4(1):e50, 19-25.
14. Bloom B.R. & Murray C.J.L. (1992). Tuberculosis: commentary on a reemergent killer.
Science 257, 1055-1064.
15. Ayub A., Yale S.H., Reed K.D. (2004). Testing for latent tuberculosis. Clin Med Res. 2,
191-4.
16. Tubersol. Canada: Connaught; (1994). Disponível em:
http://www.drugs.com/mmx/tuberculin-purified-protein-derivative.html. Acessado em 30
agosto de 2008.
45
17. Yeam Y.S., Jeong O.Y, Jang S.J., Moon D.S., Park Y.J. (1995). Comparasion of
culture, acid-fast stain and polymerase chain reaction assay for detection of Mycobacterium
tuberculosis. Korean J. Lab. Med.15, 594-603.
18. Kivihya-Ndugga L., Cleef M. Juma E., Kimwomi J., Githui W., Oskam L., et al.
(2007). Comparasion of PCR with the routine procedure for diagnosis of tuberculosis in a
population with high prevalences of tuberculosis and human immunodeficiency virus. J.
Clin. Microbiol. 42, 1012-5.
19. Almeida J., Garcia A., González J., Quintó L., Ventura P.J., Vidal R., et al. (2000).
Clinical evaluation of an in house IS6110 polymerase chain reaction for diagnosis of
tuberculosis. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis.19, 859-67.
20. American Thoracic Society. (2000). Diagnostic standards and classification of
tuberculosis in adults and children. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 161, 1376-95.
21.Kim J.H, Janf S.J., Moon D.S. Park Y.J. (2003). Evaluation of two PCR-hybridization
methods for the detection of Mycobacterium tuberculosis. Korean J. Lab. Med. 23, 32-8.
22. Lee.K.E, Cho J.h, Moon Y.H. (1998). Comparasion of stain methods with PCR and
culture for the detection of Mycobacterium tuberculosis in sputum. Korean J. Lab. Med.
18, 201-7.
23. Shin W.S. (1992). Diagnosis of tuberculosis; serodiagnosis and molecular biologic
approach in Korean. Tuberc Respir Dis. 39, 1-6.
24. Petrini B., & Hoffner S. (1999). Drug-resistant and multidrug-resistant tubercle bacilli.
International Journal of Antimicrobial Agents 13, 93-97.
46
25. Gilbert G.L. (2002). Molecular diagnostics in infectious diseases and public health
microbiology: cottage industry to postgenomics. Trends in Molecular Medicine 8(6), 280-
287.
26. Achtman M. (1998). in Molecular Medical Microbiology, ed. Sussman, M. (Academic,
London).
27. Mendelsohn J.A. (2002). Like all that lives: biology, medicine and bacteria in the age of
Pasteur and Koch. Hist. Philos. Life Sci. 24, 3–36.
28. Krieg N.R., Brenner D.J. & Staley J.R. (2005). Bergey’s Manual of Systematic
Bacteriology. New York: Springer-Verlag.
29. Stackebrandt E., Frederiksen W., Garrity G.M. ,Grimont P.A., Kampfer P., et al.
(2002). Report of the ad hoc committee for the re-evaluation of the species definition in
bacteriology. Int. J. Syst. Bacteriol. 52, 1043–47.
30. Achtman M., Morelli G., Zhu P,Wirth T., Diehl I., et al. (2004). Microevolution and
history of the plague bacillus, Yersinia pestis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 101, 17837–42.
31. Keim P. & Smith K.L. (2002). Bacillus anthracis evolution and epidemiology. Curr.
Top. Microbiol. Immunol. 271, 21–32.
32. Maiden M.C. (2006). Multilocus sequence typing of bacteria. Annu. Ver. Microbiol. 60,
561-88.
33. Urwin R. & Maiden M.C.J. (2003). Multi-locus sequence typing: a tool for global
epidemiology. Trends Microbiol. 11, 479–487.
34. Silva L.A.F. & Passos N.S. (2002). DNA forense. Coleta de amostras biológicas em
locais de crimes para estudos de DNA. Maceió:eduFAL, 84 p
47
35. Dieffenbach C.W. & Dveksler G.S. (1995). PCR primer: A laboratory manual. Cold
Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York.
36. Greco S., Girardi E., Navarra A., Saltini C. (2006). Current evidence on diagnostic
accuracy of commercially based nucleic acid amplification tests for the diagnosis of
pulmonary tuberculosis. Thorax. 61(9), 783-90.
37. Kramme S., Bretzel G., Panning M., Kawuma J., Drosten C. (2004). Detection and
quantification of Mycobacterium leprae in tissue samples by real-time PCR. Med.
Microbiol. Immunol. 193(4), 189-93.
38. Palomares C., Torres M.J., Torres A., Aznar J., Palomares J.C. (2003). Rapid detection
and identification of Staphylococcus aureus from blood culture specimens using real-time
fluorescence PCR. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 45(3), 183-9.
39. Higuchi R., Dollinger G., Walsh P.S., Griffith R. (1992). Simultaneous amplification
and detection of specific DNA sequences. Biotechnology. 10(4), 413-7.
40. Ginzinger D.G. (2002). Gene quantification using real-time quantitative PCR: an
emerging technology hits the mainstream. Exp. Hematol. 30(6), 503-12.
41. Mocellin S., Rossi C.R., Marincola F.M. (2003). Quantitative real-time PCR in cancer
research. Arch. Immunol. Ther. Exp. 51(5), 301-13.
42. Rappolee D.A, Mark D., Banda M.J., Werb Z. (1988). Wound macrophages express
TGF-alpha and other growth factors in vivo: analysis by mRNA phenotyping. Science.
241(4866), 708-12.
43. Bustin S.A. (2000). Absolute quantification of mRNA using real-time reverse
transcription polymerase chain reaction assays. J. Mol. Endocrinol. 25(2), 169-93.
48
44. Sellars M.J, Vuocolo T., Leeton L.A., Coman G.J., Degnan B.M., Preston N.P. (2007).
Real-time RT-PCR quantification of Kuruma shrimp transcripts: A comparison of relative
and absolute quantification procedures. J. Biotechnol. 129(3), 391-9.
45. Heid C.A., Stevens J., Livak K.J., Williams P.M.(1996). Real time quantitative PCR.
Genome Res. 6(10), 986-94.
46. Holland P.M., Abramson R.D., Watson R., Gelfand D.H. (1991). Detection of specific
polymerase chain reaction product by utilizing the 5'----3' exonuclease activity of Thermus
aquaticus DNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 88(16), 7276-80.
47. Quémard, A., Sacchettini, J. C., Dessen, A., Vilchézes, C., Bittman, R., Jacobs, W. R.,
Jr & Blanchard, J. S. (1995). Enzymatic characterization of the target for isoniazid in
Mycobaterium tuberculosis. Biochemistry 34, 8235-8241.
48. Dessen, A., Quémard, A., Blanchard, J. S., Jacobs, W. R., Jr & Sacchettini, J. C. (1995).
Crystal structure and function of the isoniazid target of Mycobacterium tuberculosis.
Science 267, 1638-1641.
49. Cohn, D. L., F. Bustreo, and M. C. Raviglione. (1997). Drug-resistant tuberculosis:
review of the worldwide situation and the WHO/IUATLD global
surveillance project. Clin. Infect. Dis. 24, S121–S130
50. Vilchèze C., et al. (2000). Inactivation of the inhA-encoded fatty acid synthase II
(FASII) enoyl-acyl carrier protein reductase induces accumulation of the FASI end
products and cell lysis of Mycobacterium smegmatis. J. Bacteriol. 182(14), 4059-67.
51. Bernstein, J., W. A. Lott, B. A. Steinberg, and H. L. Yale. (1952). Chemotherapy of
experimental tuberculosis. Am. Rev. Tuberc. 65, 357–374.
49
52. Fox, H. H. (1952). The chemical approach to the control of tuberculosis.
Science 116, 129–134.
53. Takayama, K., L. Wang, and H. L. David. (1972). Effect of isoniazid on the in vivo
mycolic acid synthesis, cell growth, and viability of Mycobacterium tuberculosis.
Antimicrob. Agents Chemother. 2, 29–35
54. Winder, F. G., and P. B. Collins. (1970). Inhibition by isoniazid of synthesis of mycolic
acids in Mycobacterium tuberculosis. J. Gen. Microbiol. 63, 41–48
55. Takayama, K.; Wang, C.; Besra, G.S. (2005). Pathway to synthesis and processing of
mycolic acids in Mycobacterium tuberculosis. Clin. Microb. Rev. 18(1), 81.
56. Brennan P.J. (2003). Structure, function, and biogenesis of the cell wall of
Mycobacterium tuberculosis. Tuberculosis. 83(1-3), 91-7.
57. Basso, L. A., and D. S. Santos. (2005). Drugs that inhibit mycolic acid biosynthesis in
Mycobacterium tuberculosis—an update. Med. Chem. Rev. 2, 393-413.
58. Banerjee, A.; Dubnau, E.; Quémard, A.; Balasubamanian, V.; Um, K.S.; Wilson, T.;
Collins, D.; de Lisle, G.; Jacobs, W.R.Jr. (1994). inhA, a gene encoding a target for
isoniazid and ethionamide in Mycobacterium tuberculosis. Science 263(5144), 227-30.
59. Gagneux S. and Small P.M. (2007)+ Global Phylogeography of Mycobacterium
tuberculosis and implications for tuberculosis product development. Lancet Infect. Dis. 7,
328-37.
60. World Heath Organization. Global tuberculosis control - surveillance, planning,
financing. WHO Report (2007). Geneva, Switzerland: World Health Organization. 1-277.
50
61. Hellyer, T. J., T. W. Fletcher, J. H. Bates, W. W. Stead, G. L. Templetpn, M.D. Cave,
and K.D . Eisenach. (1996). Strand displacement amplification and the polymerase chain
reaction for monitoring response to treatment in patients with pulmonary tuberculosis. J.
Infect. Dis. 173, 934-941.
62. Jami, S., J. T. Keer, S. N. Lucas, H. M. Dockrell, T. J. Chiang, R. Hussain, and N. G.
Stoker. (1993). Use of polymerase chain reaction to asses efficacy of leprosy
chemotherapy. Lancet 342, 264-268.
51
Anexo 1. Aprovação do projeto na Escola de Saúde Pública
52
Anexo 2: Carta de submissão de artigo:
Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
Milhares de Livros para Download:
Baixar livros de Administração
Baixar livros de Agronomia
Baixar livros de Arquitetura
Baixar livros de Artes
Baixar livros de Astronomia
Baixar livros de Biologia Geral
Baixar livros de Ciência da Computação
Baixar livros de Ciência da Informação
Baixar livros de Ciência Política
Baixar livros de Ciências da Saúde
Baixar livros de Comunicação
Baixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNE
Baixar livros de Defesa civil
Baixar livros de Direito
Baixar livros de Direitos humanos
Baixar livros de Economia
Baixar livros de Economia Doméstica
Baixar livros de Educação
Baixar livros de Educação - Trânsito
Baixar livros de Educação Física
Baixar livros de Engenharia Aeroespacial
Baixar livros de Farmácia
Baixar livros de Filosofia
Baixar livros de Física
Baixar livros de Geociências
Baixar livros de Geografia
Baixar livros de História
Baixar livros de Línguas
Baixar livros de Literatura
Baixar livros de Literatura de Cordel
Baixar livros de Literatura Infantil
Baixar livros de Matemática
Baixar livros de Medicina
Baixar livros de Medicina Veterinária
Baixar livros de Meio Ambiente
Baixar livros de Meteorologia
Baixar Monografias e TCC
Baixar livros Multidisciplinar
Baixar livros de Música
Baixar livros de Psicologia
Baixar livros de Química
Baixar livros de Saúde Coletiva
Baixar livros de Serviço Social
Baixar livros de Sociologia
Baixar livros de Teologia
Baixar livros de Trabalho
Baixar livros de Turismo
