ads:
1
NADION ROGÉRIO INDALÊNCIO
DESENVOLVIMENTO DE UM MODELO ANIMAL PARA A ANÁLISE
BIOMECÂNICA DA RESISTÊNCIA DO TECIDO PERIARTICULAR DE JOELHOS
DE RATOS AO MOVIMENTO DE FLEXÃO APÓS 7 DIAS E 14 DIAS DE
IMOBILIZAÇÃO
FLORIANÓPOLIS - SC
2007
ads:
Livros Grátis
http://www.livrosgratis.com.br
Milhares de livros grátis para download.
2
UNIVERSIDADE DO ESTADO DE SANTA CATARINA – UDESC
CENTRO DE EDUCAÇÃO FÍSICA, FISIOTERAPIA E DESPORTOS – CEFID
COORDENADORIA DO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA DO
MOVIMENTO HUMANO
NADION ROGÉRIO INDALÊNCIO
DESENVOLVIMENTO DE UM MODELO ANIMAL PARA A ANÁLISE
BIOMECÂNICA DA RESISTÊNCIA DO TECIDO PERIARTICULAR DE JOELHOS
DE RATOS AO MOVIMENTO DE FLEXÃO APÓS 7 DIAS E 14 DIAS DE
IMOBILIZAÇÃO
Dissertação apresentada à banca examinadora do
mestrado em ciências do movimento humano da
Universidade do Estado de Santa Catarina, como
requisito para a obtenção do título de Mestre.
Orientador: Dr. Noé Gomes Borges Júnior
FLORIANÓPOLIS – SC
2007
ads:
3
NADION ROGÉRIO INDALÊNCIO
DESENVOLVIMENTO DE UM MODELO ANIMAL PARA A ANÁLISE
BIOMECÂNICA DA RESISTÊNCIA DO TECIDO PERIARTICULAR DE JOELHOS
DE RATOS AO MOVIMENTO DE FLEXÃO APÓS 7 DIAS E 14 DIAS DE
IMOBILIZAÇÃO
Dissertação aprovada como requisito parcial para a obtenção do grau de mestre, no programa
de pós-graduação do curso de mestrado em Ciências do Movimento Humano da Universidade
do Estado de Santa Catarina
Banca examinadora:
Orientador: _________________________________________________________
Dr. Noé Gomes Borges Júnior
Universidade do Estado de Santa Catarina
Membro: _________________________________________________________
Dr. Antônio Renato Pereira Moro
Universidade Federal de Santa Catarina
Membro: _________________________________________________________
Dra. Susana Cristina Domenech
Universidade do Estado de Santa Catarina
Membro: _________________________________________________________
Dr. Hélio Roesler
Universidade do Estado de Santa Catarina
Membro : _________________________________________________________
Dra. Monique da Silva Gevaerd Loch
Universidade do Estado de Santa Catarina
FLORIANÓPOLIS, Setembro 2007
4
Dedicatória
Dedico esta conquista aos meus filhos Amanda, Pedro e Henrique que enchem minha
vida de alegria e que são sempre um motivo para continuar lutando.
Dedico também a uma pessoa muito especial Telma Giacomossi Indalêncio, não
somente minha esposa, mas minha amiga, incentivadora e companheira, que esteve a meu
lado em todo o desenvolvimento desta pesquisa. Juntos, buscamos os animais, imobilizamos,
cuidamos deles diariamente. Você aprendeu a pegar, anestesiar e até a engessar os animais,
tudo com muita dedicação e boa vontade, e posso afirmar que saiu-se muito bem... e tudo isto
por mim .
A você Telma, todo meu agradecimento e meu AMOR.
TELMA , esta vitória é nossa!!!
TE AMO !!!!!
5
AGRADECIMENTOS
Aos Professores Dr. Noé Gomes Borges Júnior e a Dra. Susana Cristina
Domenech um sincero obrigado por sua colaboração e orientação, pelos
ensinamentos, incentivos e compreensão.
A bolsista Ana Paula Shiratori um especial agradecimento por todo o auxílio e
dedicação durante todo o desenvolvimento desta pesquisa.
Ao amigo Antônio Vinícius Soares pelo incentivo para realização deste
mestrado.
Aos fisioterapeutas Felipe Guadagnin e Angélica Zorthéa pelo auxílio no
desenvolvimento desta pesquisa.
Ao Chefe de Departamento da Univille Dr. Gilmar, por ceder o biotério e o
laboratório de Farmacologia para realização desta pesquisa.
A todos os amigos do LABIN –Laboratório de Instrumentação que
participaram ou incentivaram esta pesquisa.
Aos meus familiares que sempre torceram pelo meu sucesso.
A todos os professores do programa de mestrado que de maneira muito
honrosa transmitiram seus conhecimentos.
E a todas as pessoas que direta ou indiretamente ajudaram nesta pesquisa.
A todos muito obrigado.
6
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS ...............................................................................................................8
LISTA DE TABELAS ..............................................................................................................9
LISTA DE QUADROS ...........................................................................................................10
LISTA DE GRÁFICOS...........................................................................................................11
ACRÔNIMOS E ABREVIAÇÕES.........................................................................................12
RESUMO ................................................................................................................................13
ABSTRACT ............................................................................................................................14
1 INTRODUÇÃO....................................................................................................................15
1.1 O
PROBLEMA
DA
PESQUISA ..................................................................................15
1.2
OBJETIVOS...................................................................................................................16
1.2.1 Objetivo Geral .........................................................................................................16
1.2.2 Objetivos Específicos ..............................................................................................16
1.3
JUSTIFICATIVA ...........................................................................................................16
1.4
HIPÓTESES ...................................................................................................................17
1.5
DEFINIÇÃO
DE
TERMOS............................................................................................17
1.6
DEFINIÇÃO
DAS
VARIÁVEIS....................................................................................18
1.7
DELIMITAÇÃO
DO
ESTUDO .....................................................................................19
1.8
LIMITAÇÕES
DO
ESTUDO.........................................................................................19
2 REVISÃO DE LITERATURA ............................................................................................20
2.1
TECIDO
CONJUNTIVO................................................................................................20
2.1.1 Estrutura e Biossíntese do Colágeno .......................................................................23
2.2
ANATOMIA
E
BIOMECÂNICA
DA
ARTICULAÇÃO
DO
JOELHO
HUMANO .....26
2.2.1 Cartilagem Articular................................................................................................29
2.2.2 Cápsula Articular.....................................................................................................30
2.2.3 Ligamentos ..............................................................................................................32
2.2.4 Menisco ...................................................................................................................36
2.2.5 Tendão .....................................................................................................................38
2.2.6 Sinóvia e Bursas ......................................................................................................39
7
2.2.7 Musculatura .............................................................................................................39
2.2.8 Inervação do Joelho.................................................................................................41
2.2.9 Suprimento Sangüíneo.............................................................................................41
2.3
IMOBILIZAÇÃO ...........................................................................................................42
2.4
CONSIDERAÇÕES
SOBRE
ENSAIOS
MECÂNICOS................................................46
2.4.1 Ensaio de Flexão......................................................................................................48
2.4.1.1 Limite de Proporcionalidade ............................................................................49
2.4.1.2 Limite Máximo.................................................................................................49
2.4.1.3 Resiliência ........................................................................................................49
2.4.1.4 Tenacidade........................................................................................................50
3 METODOLOGIA.................................................................................................................51
3.1
TIPO
DE
PESQUISA .....................................................................................................51
3.2
ANIMAIS .......................................................................................................................51
3.3.
MÉTODO ......................................................................................................................52
3.3.1 Materiais para os Procedimentos Experimentais.....................................................52
3.3.2 Tratamento Estatístico .............................................................................................53
3.3.3 Protocolo Experimental .......................................................................................53
3.3.3.1 Cuidado dos Animais .......................................................................................53
3.3.3.2 Procedimento para Sedação e Imobilização ....................................................54
3.3.3.3 Eutanásia e Dissecação dos Animais................................................................55
3.3.3.4 Ensaio Mecânico do Movimento de Flexão do Joelho.....................................56
3.3.3.5 Confiabilidade das Medições ...........................................................................58
3.3.3.6 Análise dos Resultados.....................................................................................60
4 APRESENTAÇÃO DOS RESULTADOS...........................................................................63
DISCUSSÃO...........................................................................................................................66
CONSIDERAÇÕES FINAIS ..................................................................................................70
REFERÊNCIAS ......................................................................................................................71
8
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 – Ossos da articulação do joelho direito (vista lateral).........................................26
FIGURA 2 – Movimentos da articulação do joelho................................................................27
FIGURA 3 – Joelho direito em flexão (vista anterior)............................................................33
FIGURA 4 – Joelho direito em extensão (vista posterior). .....................................................34
FIGURA 5 – Músculos do joelho direito (vista anterior)........................................................40
FIGURA 6 – Músculos e nervos do membro inferior direito. (vista posterior). .....................41
FIGURA 7 – Curva de Carga vs Deflexão ..............................................................................49
FIGURA 8 – Rato com o membro posterior imobilizado pelo aparelho gessado...................55
FIGURA 9 – Ratos com o membro posterior imobilizado livre na gaiola plástica..................55
FIGURA 10 – Remoção da pele da pata posterior direita........................................................56
FIGURA 11 – A - Pata posterior com toda a musculatura......................................................56
FIGURA 12 – Garra confeccionada para o ensaio mecânico...................................................57
FIGURA 13 – A - Haste metálica sem o rolete........................................................................57
FIGURA 14 - Máquina Universal de Ensaios, modelo: DL3000.............................................58
FIGURA 15 - Modelo mecânico durante ensaio...................................................................59
FIGURA 16 - Imagem das mensurações obtidas pelo programa Gráfico.............................62
FIGURA 17 - Imagem das mensurações obtidas pelo programa gráfico................................62
9
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 Distribuição dos grupos experimentais segundo os protocolos da pesquisa. .......51
TABELA 2 – Distribuição dos animais no término do experimento. ......................................63
TABELA 3 -Estatística Descritiva – ANOVA.........................................................................64
TABELA 4 – Post Hoc Turkey ................................................................................................64
10
LISTA DE QUADROS
QUADRO 1 – Principais características dos tipos de colágeno mais frequentes.....................24
QUADRO 2 - Principais características dos tipos de colágeno mais frequentes .....................24
11
LISTA DE GRÁFICOS
GRÁFICO 1- 10 Curvas dos Ensaios em um dos modelos mecânicos....................................59
GRÁFICO 2 - Comparação entre os 3 modelos mecânicos e seu desvio padrão.....................60
GRÁFICO 3 - Curva força x tempo – TESC ........................................................................61
12
ACRÔNIMOS E ABREVIAÇÕES
cm - centímetro
º C - graus célsius
GAGs - Glicosaminoglicanas
g - gramas
J - joules
kg – quilogramas
L – litro
m - metro
mg - miligramas
MHz – Megahertz
mL- mililitros
mm - milímetros
ms- milisegundos
N – Newton
NASA - National Aeronautics and Space Administration
R – rigidez
W/cm² – Watts por centímetro quadrado
13
RESUMO
O procedimento de imobilização é um tratamento freqüentemente utilizado nas
desordens do sistema músculo-esquelético como entorses, fraturas, tendinites com o objetivo
de repouso, pós-operatórios, etc. No entanto, pode ocasionar vários efeitos prejudiciais, tais
como: a atrofia muscular, rigidez articular e degeneração da cartilagem articular. Neste
sentido, existem vários modelos animais para estudo dos efeitos da imobilização sobre o
tecido ósseo, muscular e cartilagem. Mas, poucos estudos retratando as respostas do tecido
periarticular submetido a diferentes tempos de imobilização. Portanto a proposta desta
pesquisa foi desenvolver um modelo animal para o estudo dos efeitos da imobilização,
avaliando a resistência à flexão imposta pelo tecido periarticular do joelho de ratos e sua
utilização em três grupos, imobilizados em diferentes períodos, sete dias, quatorze dias e um
grupo controle sem imobilização. Para tanto foram utilizados 8 animais em cada grupo
experimental e 6 no controle. A imobilização foi realizada através de aparelho gessado e os
ensaios mecânicos em Máquina Universal de Ensaios Mecânicos, utilizando-se célula de
carga de 20N. O modelo animal desenvolvido, que abordou anestesia, imobilização,
dissecação e instrumentação mostrou-se eficiente para este tipo de pesquisa. Para o tratamento
estatístico foi realizado teste de Normalidade, após a verificação da normalidade foram
calculadas as medidas descritivas. Para comparação entre os grupos foi empregado teste
ANOVA
p ≤ 0,05. E
m relação aos grupos estudados, verificou-se na variável força máxima
tendência a diferença significativa entre o grupo controle e o imobilizado 14 dias. No ângulo
horizontal inicial tendência a diferença significativa entre o grupo controle e o imobilizado 7
dias e diferença significativa entre o controle e o imobilizado14 dias. Quanto ao torque
tendência a diferença significativa entre o grupo imobilizado 7 dias e 14 dias e diferença
significativa entre o grupo controle e o imobilizado 14 dias.
PALAVRAS-CHAVE: Imobilização, Tecido periarticular e Ensaio Mecânico,
Instrumentação.
14
ABSTRACT
The immobilization procedure is a frequently used treatment in the skeletal muscle
disorders, as sprains, fractures and tendinitis aiming at rest, postoperative, etc. However, it
can have harmful effects as: muscle atrophy, joint stiffness and joint degeneration. There are
several animal models which study of the effects of immobilization of the bone, muscle and
cartilage tissues. Few studies approach the response of the periarticular tissue submitted to
different immobilization periods. Thus, the idea of this research was to develop an animal
model to study the immobilization effects, evaluating the flexion resistance imposed by the
periarticular tissue on the knees of rats, and its utulization in three groups, immobilized for
different periods; seven days, fourteen days and a control group that was not immobilized. For
that, eight animals were used in each experiment group, and six in the control group. The
immobilization was performed through plaster devices, and the mechanical tests, with a
Mechanical Test Equipment, using a load cell of 20N. The animal model developed, which
approached anesthesia, immobilization, dissection and instrumentation proved to be efficient
to this kind of research. For the statistics, the Normality Test was performed. Afterwards, the
descriptive measurements were taken. The ANOVA
p ≤ 0,05
test was applied for the
comparisons among the groups. Regarding the groups studied, the maximum force of the
control group tends to be very different from the group that was immobilized for fourteen
days. In the horizontal plan, there are important differences between the control group and the
group immobilized for seven days; and between the control group and the group immobilized
for fourteen days. Regarding the torque, there tends to be a significant difference between the
group immobilized for seven days and the group immobilized for fourteen days, and na
important difference between the control group and the group that was immobilized for
fourten days.
KEY WORDS: Immobilization, Periarticular Tissue, Mechanical Tests, Instrumentation.
15
1 INTRODUÇÃO
1.1 O PROBLEMA DA PESQUISA
A imobilização é um tratamento freqüentemente utilizado nas desordens do sistema
músculo-esquelético, apesar de ocasionar vários efeitos prejudiciais, tais como: atrofia,
aumento do volume do tecido conectivo, fibrose intramuscular, perda da extensibilidade,
força e resistência (BUSCHBACHER, 2000). As fraturas ósseas, rupturas ligamentares,
lesões musculares, como também doenças degenerativas ou articulares, podem exigir, após
cirurgia ou tratamento conservador, imobilização dos membros, a qual é comumente
realizadas por meio da aplicação de ataduras gessadas (APPELL, 1990).
Contudo a imobilização prolongada está associada à alterações na cartilagem, na
cápsula articular, nos ligamentos, nos músculos e no complexo osso-ligamento, gerando
proliferação de tecido fibroso periarticular. Adicionalmente a perda da mobilidade pode
provocar dor, degeneração e/ou rigidez articular, diminuição da função e aumento no tempo
de retorno funcional do membro imobilizado (MARSOLAIS; DVORAK; CONZEMIUS,
2003; CONZEMIUS, 2004).
Embora as cargas dos tecidos moles sejam difíceis de computar, a cápsula sustenta parte
da carga imposta sobre a articulação. Qualquer imobilização da cápsula altera as propriedades
mecânicas do tecido capsular e pode resultar em rigidez articular (PALASTANGA, 2000).
Como o estudo dos efeitos da imobilização ficam inviáveis em humanos, torna-se
necessária a utilização de modelos animais, sendo esta uma alternativa para estudos destes
efeitos.
Há vários modelos animais para estudo dos efeitos da imobilização sobre o tecido ósseo,
muscular e cartilaginoso. Mas existem poucos estudos retratando as respostas do tecido
periarticular submetido a diferentes tempos de imobilização. As alterações encontradas variam
conforme o modelo animal, tipo e período de imobilização, articulação estudada e até da
região
da articulação escolhida. Diante do exposto, o presente estudo apresenta uma proposta de
desenvolvimento de um modelo animal para o estudo dos efeitos da imobilização, avaliando a
resistência à flexão imposta pelo tecido periarticular do joelho de ratos e sua utilização em um
grupo imobilizado sete dias, um imobilizado quatorze dias e um grupo controle sem
imobilização. Formula-se então a seguinte questão:
Quais os efeitos do procedimento de imobilização durante sete ou quatorze dias, sobre a
resistência do tecido periarticular de joelho, ao movimento de flexão no modelo animal
proposto?
16
1.2 OBJETIVOS
Para a presente pesquisa formularam-se os seguintes objetivos:
1.2.1 Objetivo Geral
Desenvolver um modelo animal onde se possa verificar qual a influência de 7 dias e 14
dias de imobilização na resistência do tecido periarticular de joelho de ratos ao movimento de
flexão.
1.2.2 Objetivos Específicos
• Definir um método de imobilização, anestesia e de dissecação adequados ao estudo das
propriedades mecânicas do tecido periarticular do joelho de ratos.
• Elaborar um método de mensuração da resistência mecânica ao movimento de flexão e
torque do tecido periarticular do joelho de ratos ao movimento de flexão fisiológica.
• Verificar se existem diferenças estatisticamente significativas na variável biomecânica
(momento de uma força ou torque) e na resistência ao movimento de flexão
fisiológica, entre grupos de ratos imobilizados sete dias e quatorze dias em relação a
um grupo controle.
1.3 JUSTIFICATIVA
A imobilização é um recurso amplamente utilizado nos consultórios e clínicas
ortopédicas e o tempo de imobilização sete dias e quatorze dias são tempos comumente
usados quando o objetivo é dar repouso ao segmento afetado.
Quando uma articulação é imobilizada ocorrem diversas mudanças na cápsula
articular. O conteúdo intracelular de água diminui e conseqüentemente há uma diminuição na
distância entre as fibras que constituem a cápsula articular. Estas alterações ocasionam um
aumento na formação de ligações transversas entre as fibras e adesões capsulares (EDMOND,
2000).
Como a literatura não esclarece a partir de quanto tempo de imobilização começa-se a
apresentar as alterações no tecido periarticular,
e o estudo em humanos é inviável, torna-se
necessário o desenvolvimento de um modelo animal onde se possa observar tais fenômenos.
O entendimento destes efeitos em modelos animais, mesmo não podendo gerar uma
17
correlação direta com seres humanos, pode trazer informações importantes para a prática
clínica.
1.4 HIPÓTESES
Hipótese Geral
• método de ensaio mecânico desenvolvido é apropriado para mensuração da resistência
à flexão e torque do tecido periarticular do joelho de ratos.
• Existem diferenças estatisticamente significativas entre os grupos imobilizados em
diferentes períodos, nas variáveis resistência à flexão e torque.
1.5 DEFINIÇÃO DE TERMOS
Deformação - é a mudança dimensional que se verifica no material como resultado da
carga aplicada. Exprime-se quase sempre em porcentagens. Contudo, na torção por exemplo,
a deformação está relacionada com o ângulo de torção, expresso em radianos. (CHIAVERINI
1977 apud PENHA 2004)
Ductilidade - corresponde à capacidade de um material poder ser deformado
apreciavelmente antes de se romper. Os materiais não dúcteis são chamados frágeis, sendo a
fragilidade o termo característico correspondente. (CHIAVERINI 1977 apud PENHA 2004)
Resistência - é carga ou tensão máxima suportada pelo material, dentro de
determinadas condições. Por exemplo a resistência elástica, resistência à carga máxima e
resistência à ruptura, entre outras. (CHIAVERINI 1977 apud PENHA 2004)
Tenacidade - corresponde à quantidade de energia necessária para romper um material,
podendo, portanto, ser medida pela quantidade de trabalho pela unidade de volume necessário
para levar o material à ruptura sob a ação de carga elástica. A tenacidade pode ser expressa
em Joules/m³. (CHIAVERINI 1977 apud PENHA 2004)
Glicosaminoglicanas: Também chamada abreviadamente de GAG; polissacarídeos de
molécula muito grande e que consiste em unidade repetidas, cada unidade formada por dois
glicídeos, sendo um deles aminado. Geralmente ligada a uma proteína para construir uma
proteoglicana. É componente da matriz extracelular. (JUNQUEIRA e CARNEIRO, 2000).
18
1.6 DEFINIÇÃO DAS VARIÁVEIS
Variáveis Independentes do Estudo
Tempo de Imobilização – Os animais serão imobilizados através de engessamento por
períodos de sete e quatorze dias e sem imobilização..
Raça – Ratus Albinus Norvegicus, variedade Wistar.
Sexo dos animais- Serão utilizadas fêmeas com massa corpórea 308g ±20g.
Acondicionamento – Serão acondicionados em gaiolas especiais para ratos com dois animais
em cada gaiola.
Alimentação - comercial para ratos e água Ad libitum
Anestesia : Foi utilizado primeiro um relaxante muscular a base de a Cloridrato de xylazina
via intramuscular (7 mg/ kg de peso corporal). Após 5 minutos, seguiu-se com a aplicação do
anestésico a base de Cloridrato de ketamina por via intramuscular (37 mg/kg de peso
corporal).
Temperatura do Biotério – 22 graus célsius ±1 grau.
Luz – Fotoperíodo de 12 horas.
Variáveis dependentes do Estudo
• Resistência biomecânica (força máxima) do tecido periarticular do joelho de ratos ao
movimento de flexão fisiológica após sete e quatorze dias de imobilização, através de
ensaio mecânico realizado na máquina universal de ensaios EMIC.
• Torque: é definido como a fração da força aplicada sobre um objeto que é
efetivamente utilizada para fazer ele girar em torno de um eixo ou ponto central,
conhecido como ponto pivô ou ponto de rotação. A distância do ponto pivô ao ponto
onde atua uma força ‘F’ é chamada braço do momento e é denotada por ‘D ’.
• Ângulo inicial em relação à horizontal (<ih): ângulo formado entre uma linha
horizontal e o eixo femural;
19
1.7 DELIMITAÇÃO DO ESTUDO
Foi desenvolvido um modelo animal para a análise da resistência ao movimento de
flexão do joelho de ratos após sete dias e quatorze dias de imobilização.
1.8 LIMITAÇÕES DO ESTUDO
O modelo animal será utilizado apenas em 2 grupos e com um número pequeno de animais.
20
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 TECIDO CONJUNTIVO
O tecido conjuntivo é constituído de quatro componentes principais: colágeno,
elastina, proteoglicanas e glicoproteínas. Várias células mesenquimais, incluindo fibroblastos,
osteoblastos, condroblastos e odontoblastos são responsáveis pela síntese dessas substâncias.
O colágeno é o principal dos tecidos que necessitam de alta força tênsil, como os vasos
sanguíneos, osso, córneas, ligamentos, escleróticas, pele, tendões, entre outros. A elastina
,
com propriedades semelhantes às da borracha, ocorre em estruturas distensíveis, como artérias
e pulmões. As proteoglicanas e as glicoproteínas unem as células e outros elementos na matriz
extracelular (ROSKOSKI, 1997).
O tecido conjuntivo apresenta diversos tipos de células, separadas por abundante
material extracelular sintetizado pelas mesmas. A riqueza em material extracelular é uma de
suas características mais evidentes. Esse material é representado por uma parte com estrutura
microscópica definida, as fibras do conjuntivo, e pela matriz extracelular ou substância
fundamental, um gel viscoso de macromoléculas alongadas (glicosaminoglicanas,
proteoglicanas e glicoproteínas adesivas) muito hidratadas, que formam um arcabouço
entrelaçado e ligado às fibras e a receptores celulares denominados integrinas (JUNQUEIRA
& CARNEIRO, 1999).
Para Donatelli & Owens – Burkhart (1981), a matriz extracelular é designada
freqüentemente de substância fundamental, sendo formada por glicosaminoglicanas (GAGs)
e água. Para compreender as modificações que ocorrem com a imobilização, é importante
estar familiarizado com as GAGs e seu efeito sobre a extensibilidade do tecido conjuntivo.
Quatro GAGs principais são encontradas no tecido conjuntivo: ácido hialurônico,
condroitina-4-sulfato, condroitina-6-sulfato e sulfato de dermatan. Em geral as GAGs estão
ligadas a uma proteína e são designadas coletivamente de proteoglicanas. No tecido
conjuntivo, as proteoglicanas se combinam com a água para formar um agregado de
proteoglicanas.
De acordo com Akeson (1980), a água constitui de 60 % a 70 % do conteúdo total do
tecido conjuntivo. As GAGs possuem enorme capacidade de fixar água e são responsáveis
por este grande conteúdo hídrico. Juntas, as GAGs e a água formam um gel viscoso
semilíquido no qual estão engastados o colágeno e os fibrócitos. Admite-se que o ácido
21
hialurônico com a água funciona como lubrificante entre as fibras colágenas. Este lubrificante
mantém certa distância entre as fibras, permitindo assim o deslizamento livre das fibras umas
sobre as outras, prevenindo possivelmente as ligações cruzadas excessivas. Esse deslizamento
livre é essencial para a mobilidade normal do tecido conjuntivo.
Com base na organização de suas fibras colágenas, o tecido conjuntivo é geralmente
classificado em dois tipos: irregular e regular. O tipo irregular de tecido conjuntivo
caracteriza-se por fibras que correm em diferentes direções no mesmo plano. Isso é de valor
funcional para as cápsulas, as aponeuroses e as bainhas, que são solicitadas fisiologicamente
em várias direções. Inversamente, nos tecidos organizados regularmente, as fibras colágenas,
correm mais ou menos no mesmo plano e na mesma direção linear. Essa organização
proporciona grande força elástica aos ligamentos e tendões que, do ponto de vista fisiológico,
recebem principalmente uma solicitação unidirecional (ANDREWS, 2000)
A matriz extracelular é muito hidratada e constituída principalmente de
proteoglicanas e glicoproteínas adesivas
A matriz extracelular ou substância fundamental do tecido conjuntivo é um gel
incolor, muito hidratado e transparente que preenche o espaço entre as células e as fibras do
conjuntivo, constituindo um veículo para a passagem de células, moléculas hidrossolúveis e
íons diversos, e uma barreira à penetração de microrganismos. Os fixadores histológicos
preservam mal a matriz extracelular, e nos preparados comuns ela aparece como um material
granuloso localizado entre as células e fibras do conjuntivo. Essa matriz é formada
principalmente por proteoglicanas e glicoproteínas adesivas, assim chamadas porque
participam da aderência entre as células, fibras e macromoléculas de matriz extracelular.
(JUNQUEIRA & CARNEIRO, 1999)
As proteoglicanas são compostos macromoleculares, constituídas por
glicosaminoglicanas sulfatadas ligadas por covalência a proteínas. Uma molécula de
proteoglicana parece uma “escova de limpar frascos”, com uma parte central protéica (cerne
protéico) e as glicosaminoglicanas como os “pêlos da escova”. (JUNQUEIRA &
CARNEIRO, 1999)
Glicosaminoglicanas (GAGs) são polímeros lineares (não ramificados) de peso
molecular elevado, formados por unidades dissacarídicas constituídas por um ácido urônico e
22
uma hexosamina. As glicosaminoglicanas eram chamadas mucopolissacarídeos, designação
que não é mais aconselhada. Porém as doenças resultantes de defeitos no metabolismo das
glicosaminoglicanas ainda são chamadas mucopolissacaridoses. (JUNQUEIRA &
CARNEIRO, 1999)
Possuindo numerosos grupos carboxila e sulfato em suas moléculas, as
glicosaminoglicanas são poliânions, ligando-se por eletrovalência a elevado número de
cátions, principalmente íon sódio. Os cátions, por sua vez, atraem grande quantidade de
moléculas de água. Por sua hidratação, as moléculas de proteoglicanas ocupam enorme
espaço, tornando-se muito eficientes para resistir a forças de compressão, enquanto as fibras
colágenas são muito resistentes a forças de distensão. (JUNQUEIRA & CARNEIRO, 1999)
As proteoglicanas exercem muitas outras funções, além das já mencionadas. Por
exemplo, algumas servem como locais de ancoragem para o fator do crescimento fibroblástico
(que atua também sobre outras células) e para outras proteínas que estimulam a proliferação
celular. Fixando ou excluindo moléculas biologicamente ativas, as proteoglicanas influenciam
as células próximas. (JUNQUEIRA & CARNEIRO, 1999).
As moléculas das glicoproteínas adesivas contêm uma parte protéica que se associa a
glicídios. Porém, ao contrário das proteoglicanas, há uma predominância da parte protéica, e
as glicoproteínas não apresentam os polissacarídeos lineares constituídos por unidades
dissacarídicas contendo hexosaminas. Nas glicoproteínas, a parte glicídica é uma estrutura
ramificada. As moléculas dessas glicoproteínas possuem regiões que aderem a receptores
celulares e regiões que aderem a fibras do conjuntivo, promovendo a ligação entre esses
elementos. A fibronectina e a laminina são glicoproteínas adesivas do conjuntivo,
biologicamente importantes. (JUNQUEIRA & CARNEIRO, 1999)
A fibronectina representa uma família de glicoproteínas, com sítios de aderência para
células, colágeno e glicosaminoglicanas. Esta aderência torna possível a migração das células,
que só pode ser feita sobre um substrato, e a fixação das células em locais determinados.
(JUNQUEIRA & CARNEIRO, 1999)
23
2.1.1 Estrutura e Biossíntese do Colágeno
Os organismos animais pluricelulares são abundantemente constituídos de colágeno,
uma proteína cuja principal característica é a formação de fibras insolúveis com alta
resistência elástica.( VIIDIK & VUUST, 1980)
O colágeno constitui uma família de proteínas que se diferenciaram durante a
evolução, para exercer funções diversificadas.
Durante o processo evolutivo, certas proteínas estruturais foram se modificando sob as
influências do meio ambiente e das necessidades funcionais dos organismos animais,
desenvolvendo graus variáveis de rigidez e de resistência à tração. Essas proteínas são
conhecidas, coletivamente, como colágenos. (JUNQUEIRA & CARNEIRO, 1999)
O colágeno, é a principal macromolécula do tecido conjuntivo, é a proteína humana
predominante, responsável por um terço de toda a massa protéica corporal. O colágeno
humano é constituído de mais de uma dúzia de tipos diferentes de cadeias
α geneticamente
distintas. (ROSKOSKI, 1997)
Essa família de proteínas é produzida por diversos tipos celulares e se distingue pela
composição bioquímica, características morfológicas, distribuição, funções e patologia. De
acordo com sua estrutura e funções, o colágeno pode ser classificado em grupos, como
descrito a seguir. Colágenos que formam fibrilas: As moléculas desses colágenos se agregam,
sem gasto de energia, para formar fibrilas bem visíveis no microscópio eletrônico. Pertencem
a esse grupo os colágenos I, II, III, V e XI, conforme mostra o Quadro 1e 2. O colágeno do
tipo I é o mais abundante no corpo humano, fazendo parte de muitos tecidos, onde ocorre
como estruturas que correspondem ao que, classicamente, se denomina fibras colágenas,
presentes nos ossos, dentina, tendões, cápsulas de diversos órgãos, derme, entre outros.
Inicialmente se admitia que a síntese de colágeno era restrita a um pequeno número de
células, como os fibroblastos, osteoblastos, odontoblastos e condroblastos. Porém atualmente
se sabe que essa atividade é muito generalizada e que muitos tipos celulares produzem
colágeno (ROSKOSKI, 1997).
24
QUADRO 1 – Principais características dos tipos de colágeno mais frequentes
Tipo de
colágeno
Distribuição Microscopia óptica Microscopia eletrônica
I
Derme, tendão, osso,
fibrocartilagem
Fibras grossas, não argrirófilas,
fortemente birrefringentes
Fibrilas grossas densamente
agrupadas, grande variação no
diâmetro
II
Cartilagem hialina, disco
intervertebral
Fibrilas em feixes mal organizados,
visíveis somente com luz
polarizada.
Não forma fibras, fibrilas
circundadas por abundantes
substâncias fundamental
III
Músculo liso, tecido
conjuntivo reticular
Fibras finas, argirófilas fracamente
birrefringentes
Fibrilas finas, de diâmetros uniforme
IV
Lâmina basais Finas, P.A.S.- positivas e
argirófilas
Não constituem fibrilas
V
Derme, tendão, osso,
fibrocartilagem
Forma fibrilas com colágeno tipo I Fibrilas
VII
Derme Não visível
IX
Cartilagem hialina
XI
Cartilagem hialia, disco
intervertebral
Forma fibrilas com o tipo II Fibrilas
XII
Tendão ligamentos
QUADRO 2 - Principais características dos tipos de colágeno mais frequentes
Tipo de
colágeno
Células produtora Interação com
glicosaminoglicanas
Principal Função Organização
molecular
I
Fibroblastos,
odontoblastos,
osteoblastos,
condroblastos
Fraca, principalmente com
sulfato de dermatana
Resistência a trações Forma fibrilas
II
Condroblastos Forte interação com sulfato
de condroitina
Resistência à pressão Forma fibrilas
III
Células musculares lisas,
células reticulares,
células de Schwann
Interação média com sulfato
de heparana
Manutenção da
estrutura de tecidos
delicados e
expansíveis
Forma fibrilas
IV
Células endoteliais
epiteliais e de Schawan
Grau médio de interação com
sulfato de heparana
Suporte de estruturas
delicadas, filtração
Forma rede
tridimensional
V
Fibroblastos Participam das
funções do colágeno
tipo I
Forma fibrilas
VII
Une células do tecido Colágeno de
25
conjuntivo ancoragem
IX
Condroblastos Associação lateral das
fibrilas
Colágeno
associado a
fibrilas
XI
Condroblastos Participa das funções
do colágeno tipo II
Forma fibrilas
XII
Fibroblastos Associação lateral de
fibrilas
Colágeno
associado a
fibrilas
Os principais aminoácidos encontrados no colágeno são glicina (33,5%), prolina
(12%) e hidroxiprolina (10%). O colágeno contém dois aminoácidos que são característicos
desta proteína: hidroxiprolina e hidroxilisina. A unidade protéica que se polimeriza para
formar fibrilas colágenas é uma molécula alongada denominada tropocolágeno, que mede 280
nm de comprimento por 1,5 nm de espessura. A molécula de tropocolágeno consiste em três
cadeias polipeptídicas disposta em hélice. As diferenças na estrutura química dessas cadeias
são responsáveis pelos vários tipos de colágeno. (JUNQUEIRA & CARNEIRO, 1999)
A unidade molecular básica da fibrila é o tropocolágeno, que é uma molécula protéica
fibrosa de aproximadamente 300 nm de comprimento e 1,5 nm de espessura. O tropocolágeno
é constituído por três cadeias polipeptídicas do mesmo tamanho, enroladas em forma de
hélice. A periodiocidade de 67 nm das estriações das fibras de colágenas resulta da agregação
paralela dos tropocolágenos que se sobrepõem de ¾ de seu comprimento em relação a cada
molécula. ( DE ROBERTIS, 2001)
Através das interações entre as moléculas de tropocolágeno, tem-se a formação de
microfibrilas, a menor unidade estrutural do tecido conjuntivo que podem ser vistas em
microscópio eletrônico de varredura como um filamento fino de 4 nm . (
NIMNI, 1998)
Nos colágenos dos tipos I, II e III, as moléculas de tropocolágeno se agregam em
unidades microfibrilares que se juntam para formar fibrilas. Pontes de hidrogênio e interações
hidrofóbicas são importantes para a união dessas unidades que, posteriormente, são reforçadas
por ligações covalentes, catalisadas pela atividade da enzima extracelular lisil-oxidase, que
oxida moléculas do aminoácido lisina, estabelecendo pontes entre elas. (JUNQUEIRA &
CARNEIRO, 1999)
Existem aproximadamente 25 classes de tropocolágenos. Em todas elas um terço dos
aminoácidos são glicinas, outro terço são prolinas e hidroxiprolinas e o terço restante constitui
outros tipos de aminoácidos. Tais cadeias polipeptídicas se combinam de diversas maneiras, o
26
que resultam em 15 tipos diferentes de fibrilas de colágeno. Os principais correspondem aos
colágenos do tipo I,II, IV, VII, IX, XI.. (DE ROBERTIS, 2001)
As fibrilas colágenas são estruturas delgadas e alongadas, com diâmetro variável,
geralmente entre 20 e 90 nm, com uma estriação transversal característica, determinada pela
sobreposição das moléculas de tropocolágeno. As faixas escuras aparecem assim porque têm
maior número de radicais químicos livres e, por isso, retêm maior quantidade do contraste
(geralmente chumbo) usado na preparação do tecido para estudo ao microscópio eletrônico.
Nos colágenos tipos I e III, as fibrilas formam fibras e no tipo I, as fibras podem formar
feixes.
2.2 ANATOMIA E BIOMECÂNICA DA ARTICULAÇÃO DO JOELHO HUMANO
O joelho é a maior articulação do corpo humano, com três ossos (fêmur, tíbia e patela)
FIGURA1 , dois graus de liberdade de movimento e três superfícies que se articulam: as
articulações tibiofemoral medial, tibiofemoral lateral e patelofemoral, as quais estão
encerradas dentro de uma cápsula articular comum (MOORE, 1992; HALL, 2000)
.
FIGURA 1 – Ossos da articulação do joelho direito (vista lateral).
Fonte: Rohen; Yokochi; Lütjen-Drecoll (2002, p.427) modificada.
27
Os côndilos femorais avantajados articulam
–se sobre os côndilos também avantajados
da tíbia, numa linha mais ou menos horizontal. Como o fêmur se projeta para baixo, num
ângulo oblíquo em direção à linha média, seu côndilo medial é ligeiramente mais largo que o
lateral. O topo do côndilo medial e lateral da tíbia, conhecidos como platô tibial medial e
platô tibial lateral, servem como receptáculos para os côndilos femorais.
A tíbia é o osso medial da perna e sustenta muito mais intensamente o peso do corpo
do que a fíbula, que, apesar de servir como inserção para algumas estruturas articulares
importantes do joelho, não se articula com o fêmur nem com a patela, não fazendo, portanto,
parte da articulação do joelho. A patela é um osso sesamóide contido dentro do grupo
muscular do quadríceps e do tendão patelar. Sua localização permite que ela funcione para o
quadríceps como uma polia criando um ângulo de tração mais acentuado, que resulta numa
maior vantagem mecânica durante a extensão do joelho (THOMPSON & FLOYD, 2002).
A articulação do joelho é classificada como uma articulação gínglimo, ou seja, é uma
articulação em dobradiça, onde predomina o movimento de flexo-extensão, mas permitindo o
movimento de rotação axial da tíbia sobre o fêmur (FIGURA 2). É composto ainda de
estruturas moles, que são as cartilagens e os ligamentos, que dão estabilidade e permitem
melhor movimentação da articulação, além do líquido sinovial, que tem a função de nutrir e
lubrificar a articulação (SMITH; WEISS; LEHMKUHL, 1997, DANGELO; FATTINI, 2002,
WALLACE et al. 2000, LIPPERT, 2003).
O movimento rotacional ocorre quando o joelho encontra-se flexionado, esta rotação é
um componente acessório que acompanha a flexão e extensão (KAPANDJI, 2000; LIPPERT,
2003).
FIGURA 2 – Movimentos da articulação do joelho.
Fonte: Calais-Germain (1992) modificada.
28
Para Chhabra; Elliot; Miller (2001) as articulações têm por objetivo permitir o
movimento dos segmentos ósseos que o cercam, resistindo às cargas impostas pela gravidade
durante os movimentos. A complexa interação do fêmur, tíbia, patela e fíbula permite que a
articulação do joelho resista às forças durante as fases normais da deambulação, assim como
nas atividades mais dinâmicas como subir e descer escadas e corrida.
Segundo Kapandji (2000) a extensão é um movimento que afasta a face posterior da
perna da face posterior da coxa, relata ainda que não existe uma extensão absoluta, pois na
posição de referência o membro inferior está no seu estado de alongamento máximo. Porém, é
possível realizar principalmente com o movimento passivo uma extensão de 5° a 10° graus a
partir da posição de referência, sendo denominado este movimento de hiperextensão.
Quando ocorre o movimento de flexão do joelho, a patela move-se descendo uma
distância de quase o dobro de seu comprimento, entrando na incisura intercondilar do fêmur.
O movimento da patela ocorre pelo comprimento do tendão patelar, pela superfície articular e
por mínima ação quadríceps femoral (HAMILL; KNUTZEN, 1999).
Nos primeiros 20° de flexão, é de extrema importância a estabilidade oferecida pelo
côndilo lateral, pois a maioria das luxações e subluxações ocorrem nesta amplitude de
movimento inicial, onde a tíbia gira internamente e a patela é deslocada de seu
posicionamento lateral para dentro do sulco no qual o primeiro contato é feito com as facetas
inferiores (HAMILL; KNUTZEN, 1999, WALLACE et al., 2000).
De acordo com Kapandji, (2000) em condições patológicas, a flexão passiva está
limitada pela retração do aparelho extensor, principalmente do quadríceps, ou pelas retrações
capsulares.
Os músculos do joelho atuam nos movimentos de flexão e extensão da articulação e
também dão estabilidade para articulação (KENDALL et al,. 1995).
Wallace et al., (2000) citam que a forma geométrica do joelho é, do ponto de vista
ósseo, desenhada deficientemente para a estabilidade. Para aumentar a estabilidade, um
sistema fibroelástico do menisco repousa sobre a concha tibial.
De acordo com Moore (1992) os músculos são considerados estabilizadores
dinâmicos
, enquanto que os ligamentos são considerados estabilizadores estáticos. O músculo
mais importante na estabilização da articulação do joelho é o quadríceps femoral,
particularmente as fibras inferiores dos músculos vasto medial e vasto lateral. As evidências
deste comportamento são que a articulação do joelho funcionará muito bem após um
estiramento dos ligamentos se o músculo quadríceps for bem desenvolvido.
29
Quando o joelho está completamente estendido, os ligamentos colaterais medial e
lateral estão tensos, contribuindo para a estabilidade do joelho. Estes ligamentos cedem
quando a articulação flexiona, e esta é uma das razões pela qual uma quantidade de rotação
transversa pode ter lugar na posição fletida (HAMILL; KNUTZEN, 1999).
De acordo com Kapandji, (2000) a rotação axial
, denominada automática, está
involuntariamente ligada aos movimentos de flexão-extensão, este movimento ocorre
principalmente no início da flexão ou nos últimos graus de extensão do joelho.
2.2.1 Cartilagem Articular
Segundo Junqueira & Carneiro (1999), a cartilagem articular é formada por uma forma
especializada de tecido conjuntivo de consistência rígida, que reveste superfícies articulares
onde absorve choques e facilita os deslizamentos.
A cartilagem articular contém somente um tipo de células (os condrócitos) uma matriz
extracelular e nenhuma célula nervosa ou vasos sanguíneos (BUCKWALTER; MARTIN,
1999, PALASTANGA; FIELD; SOAMES, 2000).
“As propriedades da cartilagem são asseguradas pela composição e organização intra-
estrutural dos principais componentes da matriz; o colágeno e os proteoglicanos” (FULLER;
PASTOR, 2000, p. 140).
Sabe-se que as superfícies articulares são aquelas que entram em contato numa
determinada articulação. Estas superfícies são revestidas em toda sua extensão, por cartilagem
hialina (cartilagem articular) que representa a porção do osso que não foi invadida pela
ossificação (DANGELO; FATTINI, 2002).
A cartilagem é um tecido conjuntivo feito de células (condroblastos e condrócitos) que
produz uma matriz extracelular de proteoglicanas e fibras colágenas com um alto teor hídrico.
A resistência tênsil da cartilagem é dada pelo componente colágeno. Sua resistência à
compressão é dada pela capacidade da proteoglicana em atrair e manter a água. Os tipos de
cartilagem incluem a cartilagem articular ou hialina, a fibrocartilagem que existe nos locais
de inserção de ligamentos, tendões e ossos; a cartilagem fibroelástica encontrada nos
meniscos e discos intervertebrais; e a cartilagem da placa de crescimento localizada na
epífise de ossos imaturos (GROSS; JOSEPH; ROSEN, 2002).
A cartilagem articular apresenta diferentes características, conforme passa da
superfície a zonas mais profundas. Estas diferenças estão relacionadas com a quantidade e
organização dos componentes da matriz e dos condrócitos, o que dá às camadas
30
características biomecânicas conforme a região. Em função destas variações, divide-se a
cartilagem em quatro camadas: superficial, média, profunda e calcificada. Em uma superfície
articular normal, a espessura da cartilagem articular apresenta grandes variações
, conforme a
região (JURVELIN et al, 1986; TYYNI; KARLSSON, 2000; VANWANSEELE et al, 2002).
2.2.2 Cápsula Articular
A cápsula articular forma uma “manga” em torno das articulações, fixando-se
imediatamente acima dos côndilos femorais e abaixo dos côndilos tibiais. Anteriormente, há
um recorte para a patela, e posteriormente há uma dobra central em que quase se divide o
espaço articular. Retináculos e ligamentos reforçam e se tornam partes integrantes da cápsula.
O tendão proximal do músculo poplíteo perfura a cápsula para fixar-se no côndilo femoral
lateral (SMITH; WEISS; LEHMKUL, 1997).
Cápsula articular é uma membrana conjuntiva que envolve a articulação sinovial como
um “manguito”. Apresenta-se com duas camadas: a membrana fibrosa (externa) e a
membrana sinovial (interna). A primeira é mais resistente e pode estar reforçada em alguns
pontos, por feixes também fibrosos que constituem os ligamentos capsulares, destinados a
aumentar sua resistência. Em muitas articulações sinoviais, todavia existem ligamentos
independentes da cápsula articular denominados extra capsulares ou acessórios e em algumas,
como na do joelho, aparecem também ligamentos intra-articulares (PALASTANGA; FIELD;
SOAMES, 2000).
A cápsula basicamente define a articulação, criando a porção inter-articular da
articulação, ou a parte de dentro da articulação, que possui uma cavidade articular com
pressão atmosférica reduzida. Embora as cargas dos tecidos moles sejam difíceis de computar,
a cápsula sustém parte da carga imposta sobre a articulação. Qualquer imobilização da
cápsula altera as propriedades mecânicas do tecido capsular e pode resultar em rigidez
articular. Do mesmo modo, lesão na cápsula geralmente resulta no desenvolvimento de uma
secção espessa ou fibrosa, que pode ser palpável externamente (PALASTANGA; FIELD;
SOAMES, 2000).
A camada fibrosa da cápsula articular é formada por tecido conjuntivo denso, sendo
mais desenvolvida nos locais sujeitos a trações fortes. Ela envolve os ligamentos da
articulação e os tendões que se inserem próximo às extremidades ósseas (JUNQUEIRA;
CARNEIRO, 1999).
31
De acordo com Kapandji, (2000) a cápsula articular é uma estrutura fibrosa que
contorna a epífise distal do fêmur e a epífise proximal da tíbia mantendo-as em contato e
formando as paredes não-ósseas da articulação. Sua camada mais profunda é recoberta pela
membrana sinovial.
A cápsula articular tem por finalidade manter a união entre os ossos, mas além disto
impede o movimento em planos indesejáveis e limita a amplitude dos movimentos
considerados normais, junto com os ligamentos. (GOULD III, 1996; DANGELO;
FATTINI, 2002).
Segundo Palastanga; Field; Soames (2000) não há uma cápsula fibrosa independente
contínua unindo a tíbia e o fêmur, há apenas fibras capsulares verdadeiras correndo entre os
ossos. A fixação da cápsula no fêmur é deficiente anteriormente, onde se funde com os
tendões fundidos do quadríceps. Sua fixação à tíbia é mais completa, porém, é deficiente
apenas na região da tuberosidade tibial, a qual dá fixação ao ligamento patelar. Posteriormente
as fibras capsulares originam-se dos côndilos femorais acima das superfícies articulares e da
linha intercondiliana e passam verticalmente para baixo a fim de fixar-se no bordo posterior
da extremidade superior da tíbia.
“A cápsula é redundante anterior e posteriormente para permitir a flexão/extensão em
virtude de uma disposição em X frouxa das fibras capsulares (colágenas)”. (SAMBROOK et
al, 2003, p. 148).
A cápsula posterior do joelho é frouxa em flexão, mas fica tensa em extensão
tornando-se um importante estabilizador da articulação (GOULD III, 1996).
Conforme Weinstein; Buckwalter, (2000) a membrana sinovial é um tecido delgado
que junto com a cartilagem hialina envolve toda a cavidade sinovial da articulação. A
cartilagem hialina é nutrida pelo líquido sinovial que tem origem no exsudato de capilares
sinoviais e tem como propriedades principais a
viscosidade e lubrificação da articulação.
De acordo com Gould III (1996) a membrana sinovial participa da articulação em pelo
menos três aspectos fisiológicos: provê um revestimento de baixa fricção e produz o ácido
hialurônico, que é o componente mucínio do líquido sinovial; transporta nutrientes
necessários para o interior do espaço articular removendo as perdas metabólicas através de
seu sistema capilar linfático e tem um importante papel na manutenção da estabilidade
articular.
O líquido sinovial é um ultra filtrado do sangue, no qual é adicionado o ácido
hialurônico, que por sua vez é secretado pelos sinoviócitos, conferindo viscosidade ao líquido
e atuando como lubrificante articular (SAMBROOK et al. 2003).
32
Em condições normais, a quantidade de líquido sinovial é escassa. Contudo, os
movimentos de flexão/extensão asseguram a limpeza permanente das superfícies articulares
pela sinóvia, o que contribui para a boa nutrição da cartilagem e, principalmente, para a
lubrificação das zonas de contato (KAPANDJI, 2000).
Como a cartilagem articular, a cápsula articular e os ligamentos associados se adaptam
a alterações no padrão de atividade. Por exemplo, um dos maiores perigos associados
à
imobilização das articulações para fins de reabilitação diz respeito às adaptações que ocorrem
na cápsula e nos ligamentos articulares. Aparentemente, o tecido conjuntivo tende a se adaptar
ao menor comprimento funcional; quando uma articulação é imobilizada, a cápsula e os
ligamentos se encolhem, e um novo tecido é sintetizado para acomodar o menor
comprimento. Essas modificações reduzem a mobilidade da articulação. Imobilizações assim
podem contribuir para o desenvolvimento de osteoartrite (VIDEMAN, 1987 apud ENOKA
2000).
2.2.3 Ligamentos
Os ligamentos são estabilizadores estáticos das articulações que conectam ossos a
ossos (FIGURA 3). Os ligamentos e outras estruturas capsulares da articulação são feitos de
tecido conjuntivo denso e organizado. Os ligamentos contêm colágeno e uma quantidade
variável de elastina. O colágeno fornece força tênsil ao ligamento e a elastina provê
elasticidade. As fibras de colágeno estão arranjadas mais ou menos paralelas às forças que o
ligamento deve resistir. A maioria dos ligamentos e tecidos capsulares penetram no osso
como uma progressão a partir de fibras colágenas, para a fibrocartilagem, desta para a
cartilagem calcificada e, então, finalmente para o osso (GROSS; JOSEPH; ROSEN, 2002).
Para Hamil; Knutzen, (1999) os ligamentos tem a função de resistir às forças tensivas
ao longo da linha das fibras colágenas, estabilizar, controlar e limitar o movimento articular.
Estes podem ser capsulares, extracapsulares ou intra-articulares. Os capsulares são
espessamentos na parede da cápsula, como os ligamentos glenoumerais. Os extracapsulares
ficam fora da articulação, como o ligamento colateral fibular ou lateral do joelho. Já os intra-
articulares são localizados dentro articulação sinovial, como por exemplo os ligamentos
cruzados.
Em relação à parte ligamentar, o joelho é composto pelos ligamentos
meniscopatelares, patelofemorais, coronário, colateral lateral, colateral medial, oblíquo
posterior, poplíteo oblíquo, cruzado anterior, cruzado posterior e dois ligamentos comuns (Fig
33
3), porém de função desconhecida que são os ligamentos de Wrisberg e de Humphrey.
(FIGURAS 3 e 4) De todos, merecem destaque os ligamentos cruzado anterior, cruzado
posterior, colateral medial e lateral. O ligamento cruzado anterior repousa mais anteriormente
na cavidade intercondilar do fêmur, originado na depressão anterior à eminência tibial média.
A partir desta origem ele se dirige em uma direção superior, oblíqua e posterior para se inserir
no côndilo femoral lateral em um padrão semicircular, dando-lhe uma configuração retorcida
(GOULD III, 1996; MACNICOL, 2002; SOLOMON et al., 2002).
O ligamento colateral medial tem origem no tubérculo do adutor no côndilo medial do
fêmur, e avança distalmente até inserir-se na diáfise medial da tíbia, aproximadamente 7,5 a
10,0 cm abaixo da linha articular, inferiormente à inserção da “pata de ganso”. Este ligamento
e as estruturas capsulares associadas são fortes estabilizadores do aspecto medial do joelho,
servindo de proteção contra a abertura em valgo e forças de rotação externa da tíbia, mais
notavelmente quando o joelho está flexionado (WALLACE et al., 2000; ELLENBECKER,
2002; SOLOMON et al., 2002).
FIGURA 3 – Joelho direito em flexão (vista anterior).
Fonte: Netter (1999) modificado.
34
FIGURA 4 – Joelho direito em extensão (vista posterior).
Fonte: Netter (1999) modificado.
O ligamento colateral lateral, redondo e em forma de “lápis”, é muito mais curto e
delgado que o ligamento colateral medial. Tem origem no côndilo lateral do fêmur e avança
distalmente e posteriormente sobre o tendão do poplíteo, e insere-se na parte próximo lateral
da cabeça da fíbula. Este ligamento é responsável pela proteção contra a tensão da abertura
em varo no joelho (WALLACE et al., 2000; ELLENBECKER, 2002; SOLOMON et al.,
2002).
Segundo Palastanga; Field; Soames (2000, p.388), “os ligamentos cruzados são
compostos principalmente de fibras colágenas, com uma pequena proporção de fibras
elásticas (10%), desse modo dando aos ligamentos uma alta resistência à tração”.
Os ligamentos cruzados possuem um suprimento sanguíneo razoavelmente bom,
derivado principalmente da artéria genicular média, com uma pequena contribuição da artéria
genicular ínfero-lateral. Os vasos sanguíneos formam uma bainha periligamentar em torno
dos ligamentos, da qual se originam pequenos vasos penetrantes (PALASTANGA; FIELD;
SOAMES, 2000).
35
Segundo Ellenbecker, (2002), os ligamentos cruzados anteriores auxiliam no controle
dos seis graus de liberdade do movimento do joelho, em virtude de suas amplas inserções na
tíbia e no fêmur. Alguns feixes colagenosos sofrem maior tensão, enquanto outros são
submetidos a menores cargas, com base na amplitude de movimento e na orientação
rotacional. Em geral, suas fibras alongam-se com o aumento da flexão do joelho, enquanto as
inserções posteriores diminuem no comprimento durante a flexão do joelho.
Ainda há outros dois ligamentos que restringem movimentos mais complexos da
articulação do joelho. O ligamento poplíteo oblíquo posterior, localizado na região póstero-
medial do joelho, impede a hiperextensão do joelho e a translação ântero-medial da tíbia, e o
complexo arqueado, que é uma estrutura composta pela porção tendinosa do músculo poplíteo
e o ligamento arqueado. Esta estrutura impede a hiperextensão do joelho e a translação ântero-
lateral da tíbia e está localizado na região póstero-lateral do joelho (WALLACE et al., 2000).
De acordo com a pesquisa realizada por Buttler; Noyes; Grood, apud Gould III (1996),
o ligamento cruzado anterior é responsável de 85 % a 87 % da contenção total em flexão de
30° e 90°.
O ligamento cruzado posterior é composto por duas porções, uma ântero- lateral mais
espessa, tencionada em flexão e, outra póstero-medial, menor e tensionada em extensão.
Origina-se na face lateral do côndilo medial e insere-se em uma depressão posterior de
superfície articular da tíbia (SCHWARTSMANN; LECH; TELÖKEN, 2003).
O ligamento cruzado posterior tem como função impedir a posteriorização da tíbia em
relação ao fêmur e desempenha função importante no mecanismo desacelerador da
articulação, sendo essa função sinérgica ao quadríceps, que desempenha o mesmo papel. Esse
ligamento é responsável por 95 % da estabilização posterior do joelho (HEBERT, 2003).
Conforme Kapandji (2000), quando a flexão do joelho aumenta até 90º e depois até
120º, o ligamento cruzado posterior se endireita verticalmente e se contrai proporcionalmente
mais que os ligamentos cruzados anteriores. Em extensão e hiperextensão, todas as fibras dos
ligamentos cruzados anteriores estão tensas, enquanto só as fibras póstero-superiores do
ligamento cruzado posterior estão tensas. Portanto, os ligamentos cruzados anteriores estão
tensos em extensão (sendo este um dos “freios” da hiperextensão) e o ligamento cruzado
posterior está tenso em flexão. Durante a flexão, os ligamentos cruzados anteriores agem
dirigindo o côndilo para frente. Então, pode-se dizer que o ligamento cruzado anterior é
responsável pelo deslizamento do côndilo para frente. Contudo, durante a extensão, o
ligamento cruzado posterior é responsável pelo deslizamento do côndilo para trás, associado
ao seu rolamento para adiante.
36
Com o exercício
, os ligamentos se adaptam às maiores cargas, tornando-se maiores e
se hipertrofiando ou modificando suas propriedades ao adquirir uma maior força por unidade
de área (WOO et al., 1980).
Os ligamentos respondem às cargas impostas a eles e, tornam-se mais fortes e rígidos
com o tempo. Tendões e ligamentos são sensíveis tanto ao treinamento quanto ao desuso.
(BUCKWALTER, 1995).
Os ligamentos são compostos por tecidos dinâmicos, que sofrem hipertrofia com o
exercício e atrofia com a imobilização prolongada (MAFFULI, 1992).
Os ligamentos e cápsula articulares apresentam suprimento sanguíneo deficiente, e
quando lesados, têm recuperação lenta. Porém, possuem um suprimento nervoso abundante e
assim, são fontes importantes de dor (LIANZA, 2001).
2.2.4 Menisco
Em várias articulações sinoviais, interpostas às superfícies articulares encontram-se
formações fibro-cartilagíneas, os discos e meniscos intra articulares, de função discutida:
serviriam à melhor adaptação das superfícies que se articulam (tornado-as congruentes) ou
seriam estruturas destinadas a receber violentas pressões agindo como “amortecedores”
FIGURA 3 e 4. Meniscos, com sua característica forma de meia lua, são encontrados na
articulação do joelho (BROWN; NEWMANN, 2001; AMATUZZI et al., 2003).
De acordo com Placzek; Boyce, (2004), os meniscos são compostos de células e
matriz extracelular de colágeno, proteoglicanos, glicoproteínas e elastina. O colágeno é em
90% do tipo I com menores quantidades dos tipos II, III, V e VI. No seu terço externo as
células são do tipo fibroblástico, no seu terço interno condrócitas e no seu terço médio são
fibrocondrocíticas.
Segundo Behnke (2004), as bordas externas dos meniscos são grossas, convexas e
estão conectadas à tíbia pelo ligamento coronário. No entanto, as bordas internas são como
papel fino e permanecem livremente nas faces condilares da tíbia. As faces superiores nos
meniscos são côncavas, para acomodarem os côndilos do fêmur.
O menisco tem inúmeras funções importantes que incluem: aumento da estabilidade e
congruência da articulação do joelho, distribuição e transmissão das cargas, absorção dos
choques, propriocepção articular e participação na lubrificação e nutrição articulares. A
Inserção da cápsula do joelho segue a superfície articular das articulações patelofemoral e
tibiofemoral, e insere-se perifericamente nas margens articulares. A cápsula apresenta um
37
recesso posterior que reveste tanto o côndilo medial como o lateral, uma identificação
seguindo a cavidade intercondilar do fêmur e uma bolsa patelar superior grande (GOULD III,
1996).
Os meniscos estão inseridos no platô tibial pelos ligamentos coronários. Uma faixa
fibrosa delgada, conhecida como ligamento transverso do joelho, une as bordas anteriores dos
dois meniscos. Esta conexão permite que se movimentem juntos durante os movimentos do
fêmur sobre a tíbia (WALLACE et al., 2000; GOULD III; 1996; MCCARTY et al., 2002).
Palastanga; Field; Soames, (2000), afirmam que, do mesmo modo os meniscos
acompanham o movimento do fêmur em relação à tíbia, eles também sofrem considerável
distorção durante seu movimento.
Segundo Gould III, (1996), o suprimento vascular dos meniscos provém da periferia
da cápsula articular, presumivelmente recebem sua nutrição a partir do líquido sinovial, mas
também por difusão dos plexos vasculares, que estão presentes nos tecidos moles adjacentes
nas inserções no osso ou cápsula fibrosa.
Para Schwartsmann et al.,(2003), a vascularização dos meniscos é dividida em três
áreas. A área vermelha-vermelha apresenta suprimento sanguíneo na parte capsular e no
próprio menisco. A área vermelha-branca possui suprimento periférico e a parte central é
avascular. A área branca-branca não apresenta suprimento vascular.
O menisco medial tem forma de “C” e está aderido firmemente ao ligamento colateral
medial. Também possui inserções na cápsula, patela (ligamentos alares), ligamento cruzado
anterior e músculo semimembranoso. Devido a estas fortes fixações e a grandes forças que
são transmitidas no compartimento medial do joelho, o menisco medial é mais susceptível a
lesões. O menisco lateral tem forma de “O” e é mais móvel que o menisco medial por ter
menos inserções. Além das inserções comuns aos dois meniscos, possui inserções na cápsula,
músculo poplíteo e ligamento cruzado posterior (CALAIS-GERMAIN, 1992; KISNER;
COLBY,1998; HEBERT, 2003).
Da flexão para a extensão, ambos os meniscos movem-se posteriormente, com o
lateral recuando duas vezes mais do que o medial, aproximadamente 12 mm e 6 mm,
respectivamente. Durante este movimento, o menisco lateral sofre maior deformação do que o
medial, principalmente porque os seus cornos anteriores e posteriores estão mais próximos um
do outro. Somente um elemento passivo está envolvido no movimento dos meniscos, os
côndilos femorais empurram-nos anteriormente durante a extensão. Contudo, ativamente, na
extensão do joelho, ambos são puxados para frente pelas fibras menisco patelares, que são
esticadas, puxando o ligamento transverso para frente. Além disso, durante a flexão, o
38
menisco lateral é tracionado posteriormente pela fixação do poplíteo no mesmo.
Posteriormente, o menisco medial recebe uma cobertura do tendão semimembranoso em
forma de cápsula. Isso resulta em um deslocamento posterior durante a flexão (KAPANDJI,
2000; SOLOMON et al., 2002).
2.2.5 Tendão
O tendão tem a função de conectar o músculo ao osso, por isso, é dito que está em
série com a fibra muscular (ACHOUR, 1998).
O tendão é constituído por feixes paralelos de fibras colágenas densamente agrupadas,
separadas por fileiras de núcleos comprimidos pertencentes aos fibrócitos produtores de
colágeno
, dando a coloração esbranquiçada a esse tecido (CORMACK, 1993; JUNQUEIRA;
CARNEIRO, 1999).
Segundo Ross; Romrell; Reith, (1993) é considerado como um tecido conjuntivo
denso ou modelado. É constituído de colágeno, elastina, proteoglicanas e água.
Culav; Clarck; Merrilees, (1999) também descrevem a constituição do tendão como
sendo principalmente de colágeno tipo I, sendo que o colágeno tipo III está presente no
começo da fase de cicatrização, onde sua função principal é dar força mecânica a uma matriz
recém formada. A fibras de colágeno do tendão possuem uma disposição paralela, o que
permite ao mesmo resistir a forças unidirecionais e transmitir esta força à inserção óssea, local
onde as fibras formam uma aponeurose fibrocartilagínea.
Para Burkitt; Young, (1994), são faixas resistentes, inelásticas, mas flexíveis, que
conectam determinados músculos a diversas estruturas, permitindo que as forças musculares
sejam exercidas a alguma distância do corpo do próprio músculo, e em alguns casos, em
diferentes direções.
Mcilwraith, (1994), descreve que o tendão pode receber irrigação sanguínea desde a
junção miotendínea e óssea. Somente 25 % da irrigação tendínea é de origem muscular ou
óssea, tanto distal como proximal ao tendão. O para tendão, bem como o mesotendão
associados às bainhas tendíneas contribuem de maneira significativa com a irrigação
sanguínea.
39
2.2.6 Sinóvia e Bursas
O tecido sinovial fica na parte interna das articulações sinoviais. Tem duas funções:
produzir fluídos lubrificantes e fagocitar fragmentos estranhos. A sinóvia é altamente
vascularizada e inervada. (GROSS et al. 2002)
Apesar de representar menos que 1/10000 da massa corporal de um indivíduo adulto, a
sinóvia tem funções especializadas como a produção de componentes da matriz extracelular e
de líquido sinovial, interação com os elementos da resposta imune (incluindo complexo Ag-
Ac, proteínas do complemento e linfócitos B), e é alvo de doenças inflamatórias capazes de
produzir intensa incapacidade física. Ela não é uma membrana verdadeira, mas um espaço
tecidual modificado, formada pelas células de revestimento da superfície e a matriz
especializada, conhecida como íntima; e a subíntima, localizada na porção subjacente, que é
rica em componentes vasculares. A íntima está associada a uma matriz fibrilar fina ou amorfa
com fibras colágenas ausentes ou intermitentes. Logo abaixo desta existe uma camada
relativamente rica em colágeno, bastante distensível, que forma a base da membrana física.
Abaixo desta, existe uma camada frouxa que fica junto aos ligamentos, tendões, periósteo ou
outras estruturas fibrosas, e que permite a membrana movimentar-se livremente (WALSH et
al, 1997) Discute-se se a sinóvia é uma verdadeira secreção ou um ultra-filtrado do sangue,
mas é certo que contém ácido hialurônico que lhe confere a viscosidade necessária à sua
função lubrificadora. (DANGELO & FATTINI, 2002)
Os sacos bursais servem para reduzir a fricção. Assim estão localizados sempre que
houver a necessidade de movimento em proximidade as estruturas. (GROSS et al. 2002)
2.2.7 Musculatura
Para Smith; Weiss Lehmkuhl (1997) existem treze músculos que atuam na região do
joelho(FIGURA 5 e 6). Destes treze músculos, cinco são biarticulares, ou seja, são
responsáveis por movimentar duas articulações distintas. São eles: reto femoral, grácil,
gastrocnêmio, sartório, bíceps femoral:
• Extensores do joelho: O grupo de músculos quadríceps consiste em quatro
músculos: reto femoral, vasto lateral, vasto medial e vasto intermédio; estes
músculos formam uma única inserção sobre a patela. O músculo articular do
joelho é um pequeno músculo achatado , que auxilia na extensão do joelho;
40
• Flexores do joelho: Os músculos bíceps da coxa, o semitendinoso e o
semimembranoso. Músculos que ajudam na flexão do joelho, gastrocnêmio,
plantar, poplíteo, grácil e sartório;
• Rotadores internos: Os músculos que atuam na rotação interna são:
semitendinoso, semimembranoso, poplíteo, grácil e sartório;
• Rotadores externos: É realizado pelo bíceps da coxa.
FIGURA 5 – Músculos do joelho direito (vista anterior)
Fonte: Netter (1999) modificado.
41
FIGURA 6 – Músculos e nervos do membro inferior direito. (vista posterior).
Fonte: Netter (1999) modificado.
2.2.8 Inervação do Joelho
A inervação da articulação é feita por ramos dos nervos obturatório, tibial, femoral e
fibular comum (SANTOS, 2002).
Os nervos femoral e ciático são responsáveis pela inervação do joelho (Fig. 6). O
ciático divide-se em nervo fibular comum e nervo tibial. O nervo femoral é responsável pelo
mecanismo de extensão. A musculatura flexora é inervada pelas ramificações do nervo ciático
(fibular comum e tibial) que se situam na fossa poplítea. O músculo semimembranoso,
semitendinoso e a cabeça longa do bíceps femural são inervados pelo nervo tibial. A cabeça
curta do bíceps é inervada pelo fibular comum (CAILLET 2001).
2.2.9 Suprimento Sangüíneo
Segundo Lippert, (2003) a irrigação do joelho é feita pela artéria poplítea, que passa
pela região denominada espaço poplíteo, localizado por sua vez atrás do joelho
, é uma área
preenchida pelos nervos tibial e fibular comum. Esta região é limitada superiormente pelos
42
músculos semitendíneo, semimembranáceo, na porção lateral pelo bíceps femoral e nos
limites inferiores pelo gastrocnêmio (cabeça lateral e medial).
A artéria femoral passa através do hiato tendíneo do músculo adutor magno e penetra
na fossa poplítea com o nome de artéria poplítea. Esta é a principal artéria da região do joelho
e cruza a fossa poplítea com obliqüidade lateral, adjacente à face posterior do fêmur e, à
articulação do joelho os ramos da artéria femoral são os seguintes:
• Artérias geniculares: fazem parte da rede arterial periarticular do joelho. São cinco: as
geniculares superiores, medial e lateral, geniculares inferiores medial e lateral e
genicular média;
• Ramos musculares: são de pequeno calibre, para os músculos adjacentes,
especialmente as artérias surais que irrigam o gastrocnêmio (DÂNGELO; FATINI,
2000).
Em torno do joelho
, as artérias geniculares superiores e inferiores se anastomosam
entre si e ainda com o ramo descendente da artéria circunflexa lateral do fêmur, a descendente
do joelho da femoral e a artéria recorrente tibial anterior para formar uma rica circulação
colateral em torno da articulação do joelho, a rede arterial periarticular do joelho
(DÂNGELO; FATINI, 2000).
Santos (2002) descreve que em torno do joelho encontram-se as artérias articulares,
que são ramos dos vasos que formam as anastomoses geniculares. Estas artérias são
responsáveis pelo suprimento sanguíneo da articulação. A artéria genicular do joelho (um
ramo da artéria poplítea) penetra na cápsula fibrosa e supre os ligamentos cruzados, cápsula
sinovial e as bordas periféricas (espessas) dos meniscos.
2.3 IMOBILIZAÇÃO
As fraturas ósseas, rupturas ligamentares, lesões musculares, como também doenças
degenerativas ou articulares, podem exigir, após cirurgia ou tratamento conservador,
imobilização dos membros, que é comumente realizada por meio da aplicação de ataduras
gessadas (APPELL, 1990).
O estudo dos efeitos da imobilização utilizando aparelho gessado vem sendo realizado
em grande freqüência, contando inclusive com o apoio da NASA (National Aeronautics and
Space Administration), que busca determinar os mecanismos de atrofia muscular em
contenção em indivíduos que são submetidos a microgravidade (MUSACCHIA, 1988)
.
43
Modelos animais de imobilização têm sido amplamente utilizados para o estudo de
processos degenerativos desse tecido. As alterações bioquímicas e metabólicas e suas relações
com a função ainda não são conclusivas (LEROUX et al, 2001; NARMONEVA et al, 2002).
Períodos longos de imobilização levam a múltiplas complicações
, como atrofia
muscular, aderências teno-cutâneas, alterações tróficas neurais, osteoartrite, tromboflebite,
necrose de pele, osteoporose e re-ruptura. Essas complicações prejudicam a reabilitação
motora levando a um atraso da função tendinosa. Se a cicatrização puder ser acelerada, a
duração da imobilização pode ser reduzida para minimizar seus efeitos deletérios
(ENWEMEKA, 1989).
As complicações da imobilização podem surgir no sistema osteomuscular, no tecido
conjuntivo, tecido ósseo, tecido articular, sistema respiratório, sistema metabólico e sistemas
gastrointestinais (ARTILES et al., 1997 apud RAPOSO; LÒPEZ 2002).
A imobilização prolongada após cirurgia articular está associada a alterações na
cartilagem, ligamentos, músculos e complexo osso-ligamento, gerando uma proliferação do
tecido fibroso periarticular. A perda da mobilidade articular pode provocar dor, degeneração
articular, diminuição da função do órgão e aumento no tempo de retorno funcional do
membro operado (MARSOLAIS; DVORAK.; CONZEMIUS, 2003; CONZEMIUS, 2004).
As contraturas podem ser outro efeito da imobilização, podendo envolver os músculos
e outros tecidos moles que rodeiam a articulação, provocando atrofia e incompetência
funcional pelo desuso. Este efeito não é apenas a redução do tamanho do músculo, mas
também uma redução no movimento funcional, alongamento, resistência e coordenação
(KRASNOFF 1999 apud RAPOSO; LÓPEZ 2002).
No tecido articular Oliveira et al. (1999 apud RAPOSO; Lopez 2002), apontam como
conseqüência da imobilização o espessamento da sinóvia e fibrose articular, gerando uma
nutrição deficiente, ocasionando uma atrofia da cartilagem com proliferação do tecido fibro-
gorduroso.
Está bem descrito que a imobilização provoca alterações degenerativas na cartilagem
articular. (BEHRENS et al, 1989, VANWANSEELE et al, 2002).
Estudos mostraram o aumento da rigidez e a diminuição progressiva do movimento
depois de curtos períodos de imobilização, que variaram de doze dias a oito semanas
(REYNOLDS 1996; TRUDEL 1997).
Os efeitos da imobilização sobre o tecido conjuntivo podem ser assim resumidos :
1. Redução no conteúdo de água e de GAGs, que acarreta diminuição da
matriz extracelular
;
44
2. Redução na matriz extracelular, que está associada com diminuição na
lubrificação entre as ligações cruzadas das fibras
;
3. Redução na massa de colágeno;
4. Aumento no ritmo de renovação, de degradação e de síntese do colágeno;
5. Aumento nas ligações cruzadas das fibras colágenas anormais.
A imobilização causa deterioração rápida nas propriedades bioquímicas e mecânicas
dos ligamentos, devido em parte à atrofia, que acarreta uma perda global na força e na rigidez
dos ligamentos e grande deterioração dentro de poucas semanas, quando as células do
ligamento produzem um material ligamentar de qualidade inferior, contribuindo para a
fraqueza estrutural do complexo ligamentar (FRANK, 1996).
Elder; McComas (1987) deixaram ratos jovens em suspensão por 14, 28 e 206 dias e
observaram que o maior grau de atrofia muscular ocorreu nos 28 primeiros dias. Já para
McNulty et al., (1992) o período de maior presença de atrofia foi nos 7 primeiros dias após a
suspensão.
A atrofia muscular pode ser o resultado do desuso prolongado de um membro em
decorrência de afecções ortopédicas, neurológicas (MILLIS, 2004) e após procedimentos
cirúrgicos que necessitam de imobilização articular prolongada (MORRISSEY et al., 1985;
APPEL et al., 1990), sendo observada tanto em animais (MILLIS, 2004) como em seres
humanos (GOULD III et al., 1986; GIBSON et al., 1988). Entre as seqüelas encontradas pode
se citar a diminuição da força muscular, instabilidade e rigidez articular (GOSSMAN et al.,
1986) e diminuição da síntese das proteínas musculares (GIBSON et al., 1988).
Quando uma articulação é imobilizada ocorrem diversas mudanças na cápsula
articular. O conteúdo intracelular de água diminui e conseqüentemente há uma diminuição na
distância entre as fibras que constituem a cápsula articular. Estas alterações ocasionam um
aumento na formação de ligações transversas entre as fibras e adesões capsulares (EDMOND,
2000).
Com a imobilização ocorre proliferação fibroadiposa, que provoca adesões intra-
articulares, alterações bioquímicas em tendões, ligamentos e nos tecidos capsulares da
articulação, assim como, contraturas articulares e enfraquecimento ligamentar. Com lesões ou
degeneração da cápsula, ocorre diminuição do feedback proprioceptivo que poderá ocasionar
alterações nas respostas de equilíbrio do indivíduo (KISNER e COLBY, 1998).
As duas principais mudanças patológicas na imobilização são o aumento da rigidez da
cápsula e degeneração da cartilagem (Evans 1960, Halar; Bell 1998).
45
Thompson, (1934) apud Oliveira 2004, utilizou-se da imobilização gessada para
imobilizar os membros posteriores de coelhos em posição flexionada naturalmente adquirida
pelo animal, o que permitia a descarga de peso. Em outro grupo, os animais foram
imobilizados em extensão, não permitindo a descarga de peso. Os animais foram sacrificados
a cada semana, por seis semanas. A análise foi direcionada às características histológicas dos
músculos da panturrilha e isquiotibiais e teve como resultado que a imobilização provocou
grande atrofia e que esta foi menor no grupo que teve apoio do peso.
Cooper (1972) apud Oliveira 2004 realizou estudo experimental em gatos com
imobilização gessada por 6 e 22 semanas. Os resultados evidenciaram um decréscimo de 25
% no peso muscular do animais imobilizados por 6 semanas e 70 % nos imobilizados por 22
semanas, concluindo ser difícil correlacionar os estudos experimentais devido à grande
variação metabólica entre os mamíferos.
Jarvinen (1977) apud Oliveira 2004 avaliou os efeitos da imobilização nas
propriedades mecânicas dos músculos gastrocnêmios de ratos imobilizados por 7, 14, 21 e 42
dias. Dentre os resultados foi encontrada uma redução significativa das propriedades
mecânicas de carga e alongamento máximos, da resiliência e da rigidez nos animais que
fizeram uso de imobilização por uma semana.
Hauschka, Roy e Edgerton (1987) apud Oliveira 2006, observaram que a redução do
peso muscular após imobilização é menor do que a redução do tamanho das fibras
musculares. A partir destas observações, sugeriram que o aumento do tecido conectivo
intramuscular pode ocultar a extensão verdadeira da atrofia.
Javinen et al. (1992) apud Oliveira 2006, realizaram experimento e os mesmos
resultados foram encontrados, confirmando que a partir de uma semana de imobilização
encontra-se atrofia muscular significativa e redução nas propriedades mecânicas.
Caiozzo (2002) apud Oliveira 2006 sugere que a atrofia muscular parece resultar em
uma perda de resistência e módulo de elasticidade. Estes resultados precisam ser ampliados
para que haja um claro consenso a respeito dos efeitos da imobilização nestas propriedades
dos tecidos biológicos.
Mazzanti (2002), realizou a imobilização externa rígida da articulação fêmoro-
tibiopatelar por um período de 30 dias após artroplastia do joelho, com intuito de promover
estabilização articular suficiente para reparação tecidual. O autor, no entanto, verificou atrofia
da musculatura da coxa, aderências e diminuição na amplitude articular, fato este também
encontrado por Carvalho, (2001); Edgerton et al., (2002); Brandt, (2003).
46
Segundo Walker, (1996); Leroux, et al, (2001), a imobilização provoca deterioração
de propriedades mecânicas e bioquímicas da cartilagem articular.
A atrofia da musculatura da coxa e rigidez articular foi encontrada por Mazzanti et al.
(2004) quando usaram a fixação esquelética externa temporária para a imobilização da
articulação fêmoro-tibio-patelar em cães após artroplastia do joelho. Resultados semelhantes
foram observados por Salbego (2006) ao empregarem o mesmo tipo de imobilização na
reconstrução do ligamento cruzado cranial em cães.
2.4 CONSIDERAÇÕES SOBRE ENSAIOS MECÂNICOS
Segundo Penha (2004) a Biomecânica tem sua própria terminologia que é baseada na
Engenharia Mecânica. Os tradutores do código de biomecânica são os engenheiros que tem
desenvolvido seu dialeto.
Muitos dados de testes de biomecânica têm pouco valor em razão das técnicas usadas
para os testes. Infelizmente ainda não há padrão para se testar ossos. A adaptação de
semelhantes padrões deveria aumentar conforme dados biomecânicos de diferentes
laboratórios. (TURNER; BURR, 1993 apud PENHA, 2004)
Os ensaios mecânicos podem ser classificados de acordo com a velocidade de
aplicação da carga em estáticos (com baixa velocidade de aplicação da carga) e em dinâmicos
(onde as cargas são aplicadas com altas velocidades). Dentre os ensaios estáticos estão os
ensaios de tração, compressão, torção, cisalhamento e flexão e dentre os ensaios dinâmicos
estão os ensaios de fadiga e impacto.
Sob condições laboratoriais controladas, o ensaio de materiais envolve a aplicação de
forças conhecidas e a medida da deformação produzida. As forças podem ser divividas
basicamente em três tipos, de acordo com o sentido de aplicação: tração, compressão e
cisalhamento .
A tração é produzida no material quando duas forças são aplicadas em sentidos
opostos na mesma linha de aplicação com o objetivo de alongar o material. A resistência à
tração provém das forças moleculares atrativas que tendem a dificultar a separação do
material. A compressão, por sua vez, é o resultado de duas forças atuando na mesma linha
indo uma em direção a outra com o objetivo de achatar o material. A resistência à compressão
provém das forças moleculares repulsivas, que mantém as mínimas distâncias interatômicas.
O cisalhamento, ocorre quando duas forças atuam paralelas uma à outra mas não na mesma
linha (EINHORN, 1996).
47
Com a gravação das forças e deformações ocorridas durante o ensaio mecânico e
conhecimento da geometria do material pode-se construir a curva tensão vs deformação. A
partir desta curva podem ser obtidas as principais propriedades dos materiais. A porção linear
da curva tensão vs deformação é conhecida como região elástica. No ponto onde a curva
torna-se não-linear, a região elástica cede lugar à região plástica e a tensão neste ponto é
conhecida como limite elástico. O ponto na curva onde isso ocorre é conhecido como ponto
de escoamento. Carregamento adicional além do ponto de escoamento causará deformação
permanente no material. Esta propriedade é conhecida como plasticidade e indica à resistência
de um material a deformação permanente. Na região elástica, o material deformará somente
enquanto a carga está sendo aplicada a ele, retornando ao seu tamanho e dimensões originais
quando a carga é removida. Abaixo do limite elástico, a força aplicada ao material alonga suas
ligações atômicas mas não rearranja suas ligações atômicas (EINHORN, 1996 apud
HOLANDA, 1999).
Em baixos níveis de tensão, e dentro do limite elástico do material, há um
relacionamento linear entre tensão e a deformação resultante. A medida do coeficiente angular
desta reta é chamada de Módulo de Elasticidade ou Módulo de Young . Se esta curva for
gerada por ensaios de ossos inteiros, e não for possível a obtenção das propriedades
geométricas, esta inclinação fornecerá a rigidez do osso . (CHIAVERINI 1977 apud PENHA
2004)
A resistência de um osso ou amostra de tecido ósseo é determinada pelo cálculo da
tensão máxima aplicada no material até a ruptura. A deformação até o ponto de ruptura é
conhecida como dutilidade. A integração da curva fornece a área e esta é a medida da energia
de deformação. A energia total de deformação absorvida pelo material até o ponto de ruptura
é chamada tenacidade. A energia injetada no material até o ponto de escoamento pode ser
recuperada após a remoção da carga. A energia recuperada é conhecida como resiliência e é a
medida da habilidade de armazenar energia. Embora esta energia não seja recuperável na
forma útil, não será perdida contando que o material não atinja a deformação permanente
(EINHORN, 1996 apud HOLANDA, 1999).
Na determinação das propriedades mecânicas, aplicam-se cargas (forças) conhecidas.
Como resultado dessa aplicação ocorre uma distribuição interna de forças ou componentes de
forças que podem resultar numa mudança na forma da peça submetida à carga. Define-se
“tensão” como a intensidade dessas formas, correspondendo, portanto, à carga dividida pela
secção transversal do corpo. A força deve ser expressa em Newtons (pelo Sistema
48
Internacional de Medidas) e a seção transversal em metros quadrados. Pascal é a unidade de
tensão, em N/m². MPa –10
6
Pa.
Há vários tipos de tensão em função do tipo de carga aplicada :
• Tensão de tração - na qual há uma tendência de separação do material em duas
partes, em relação ao plano de tensão;
• Tensão de compressão - que é o inverso da tração; as partes do material adjacentes
ao plano de tensão tendem a comprimir-se uma contra outra;
• Tensão de cisalhamento - em que as duas partes tendem a escorregar entre si;
• Tensão de flexão - em que ocorre uma combinação simples das tensões normais de
flexão e compressão. Quando o material é vergado , as suas fibras externas (do
lado convexo) são tracionadas, e as fibras internas (do lado côncavo) são
comprimidas. A combinação das tensões criadas de tração e compressão é
chamada de tensão de flexão.
• Tensão de torção - é produzida por uma força atuando com o braço de alavanca ou
pode surgir por meio de um eixo girando e transmitindo potência.
Matematicamente, há somente dois tipos de carga ou tensões, pois a compressão pode
ser considerada como a versão negativa da tração.
Até certo nível de tensão aplicada, o material trabalha em um regime elástico linear,
isto é, segue a Lei de Hooke e a deformação linear específica é proporcional ao esforço
aplicado. A proporcionalidade pode ser observada no trecho retilíneo do diagrama tensão vs
deformação. (CHIAVERINI 1977 apud PENHA 2004)
Segundo Souza (1974 apud FRATESCHI 2002), a determinação das propriedades
mecânicas de um material é realizada por meio de ensaios que podem ser destrutivos, quando
promovem a ruptura e/ou a inutilizar o material, ou não destrutivos, em caso contrário. Na
primeira categoria estão classificados os ensaios de tração, impacto, dobramento, flexão,
torção, fadiga, compressão e outros. A escolha do ensaio mecânico mais adequado para cada
material depende da finalidade do material, dos tipos de esforços que ele sofrerá e das
propriedades mecânicas que se desejam medir.
2.4.1 Ensaio de Flexão
49
Se as forças atuam sobre um material de modo que elas tendem a induzir tensões de
compressão em um lado da secção transversal e tensões de tração na parte restante, diz-se que
o material está sob flexão. A cada incremento de carga aplicada no material, é anotada a
deflexão correspondente para posteriormente construir o gráfico Carga vs Deflexão (FIGURA
7). A partir deste gráfico, pode se obter as mesmas propriedades do ensaio de tração: rigidez,
limite de proporcionalidade (LP), limite máximo( LM), resiliência e tenacidade.
FIGURA 7 – Curva de Carga vs Deflexão
2.4.1.1 Limite de Proporcionalidade
O limite de proporcionalidade é o ponto de término da relação linear entre a carga e a
deflexão no gráfico Carga vs Deflexão Fig 8
. Após o limite de proporcionalidade termina a
relação linear entre cara e deformação, sendo que após o material sofrer um pequeno
escoamento, tem início a região conhecida como plástica.
2.4.1.2 Limite Máximo
O limite máximo é utilizado como critério de avaliação da resistência, e é o maior valor da
carga com a deformação correspondente observada em cada ensaio (ponto máximo)
2.4.1.3 Resiliência
Resiliência é a capacidade do material de absorver energia quando deformado
elasticamente e readquirir a forma inicial quando descarregado da carga que provocou a
deformação. A resiliência é obtida calculando-se a área abaixo da curva Carga vs Deflexão na
região elástica, delimitada por triângulo OAB da FIGURA 7.
50
2.4.1.4 Tenacidade
Tenacidade é a capacidade do material absorver energia até a ruptura. A tenacidade é
calculada obtendo-se a área total abaixo da curva carga vs deflexão.
O ensaio de flexão em corpos de prova que seguem o padrão da ABNT é realizado na
máquina universal de ensaios, sendo que os seguintes cuidados devem ser tomados:
1. O corpo de prova deve ter um formato que permita a utilização de um vão
adequado. O comprimento do corpo de prova deve ser de 6 a 12 vezes a sua
largura para evitar falha por cisalhamento;
2. A área de contato com o material ensaiado deve ser tal que não haja
concentrações de tensões;
3. O arranjo das partes deve ser estável sob carregamento.
51
3 METODOLOGIA
3.1 TIPO DE PESQUISA
Esta pesquisa classificada por Gil (1991) como experimental, pois teve como objetivo
geral a comparação entre tempos de imobilização.
Delineamento da pesquisa: formaram-se 3 grupos de animais, sendo um imobilizado
por sete dias, outro por quatorze dias e um grupo controle sem imobilização, sendo que após
estes períodos de imobilização foi realizada a análise biomecânica da resistência a flexão do
tecido periarticular .
Esta pesquisa foi aprovada pelo Comitê de Ética no uso de Animais do Centro de
Ciências Agroveterinárias – CAV, localizado na cidade de Lages, Santa Catarina, seguindo
todas as normas e princípios éticos na experimentação animal deste Comitê.
3.2 ANIMAIS
O grupo experimental foi constituído por 22 ratas da raça Rattus Norvegicus Albinus
variedade Wistar, adultos, com peso em média 308 gramas escolhidos de forma aleatória,
fornecidos pelo biotério da Associação Catarinense de Ensino ACE-Joinville.
Os animais foram divididos em 2 grupos experimentais, com 8 animais em cada grupo
e 6 no grupo controle. A tabela 1 apresenta a distribuição dos animais e as características dos
grupos.
TABELA 1 Distribuição dos grupos experimentais segundo os protocolos da pesquisa.
Grupo Nº.
de animais
Descrição
1
(controle)
6 Os animais permaneceram sem restrições na gaiola por 14 dias,
após foram sacrificados e dissecada a pata posterior direita.
2 8 Imobilização gessada por 7 dias, após foram sacrificados e
dissecada a pata posterior direita.
3 8 Os animais permaneceram imobilizados por 14 dias, após
foram sacrificados e dissecada a pata posterior direita.
Total 22
52
3.3. MÉTODO
3.3.1 Materiais para os Procedimentos Experimentais
Os materiais, medicamentos e equipamentos que foram utilizados nas diferentes etapas
dos procedimentos experimentais e da coleta de dados foram:
Contenção dos Animais
:
• Gaiolas tipo caixa padrão de polissulfona para ratos, com tampa tipo aramado em aço
inox.
• Bebedouros em vidro com anel de vedação em silicone e bico de aço inox.
• 1 Câmara Digital Fotográfica Cyber-shot DSC-W5 5.1 Megapixels (Sony).
Imobilização:
• Alicates
• 20 mL Cloridrato de xylazina (Rompum ®, Bayer do Brasil. SA.) aplicação
intramuscular de 7 mg/kg de peso corporal.
• 20 mL Cloridrato de ketamina (Ketamina Agener ® União Química Farmacêutica
Nacional SA.) aplicação intramuscular 37 mg/kg de peso corporal.
• 30 cm x 100 cm de tela metálica Nº. 10.
• 20 Rolos atadura gessada de secagem rápida de 10 cm.
• 1 Caixa de Luvas de látex para procedimentos (Descarpack ®)
• 2 Pacotes com 10 seringas para insulina 30 unidades ou menos 0,3 mL, com agulha
12,7 mm x 0,33 mm. (BD Ultra- Fine ™)
• Tesoura .
Dissecação:
• 2 Cabos Bisturi Nº. 4
• 30 Lâminas bisturi Nº. 21 (Solidor ®).
Ensaios Mecânicos:
• Máquina Universal de Ensaios, DL3000 (EMIC Equipamentos e Sistemas de Ensaio
LTDA.).
• Célula de carga de 20N
53
3.3.2 Tratamento Estatístico
Tratamento Estatístico: Foi utilizado Teste de Normalidade de Shapiro Wilk, nos
dados das variáveis Força máxima, torque e ângulo horizontal inicial nos grupos controle,
imobilizados 7 dias e imobilizados 14 dias a um nível de significância de 0,05.
Após a verificação da normalidade foram calculadas medidas descritivas das
diferentes variáveis ( média, desvio padrão, coeficiente de variação e intervalos de confiança.
Para comparação entre os grupos controle, imobilizados 7 dias e imobilizados 14 dias
com relação as variáveis dependentes foi empregado o teste ANOVA para dados
independentes (
α = 0,05) seguido do teste post hoc de Tukey. Utilizado para análise o
programa SPSS for windows versão 14.
3.3.3 Protocolo Experimental
Conforme mencionado anteriormente foram utilizadas 22 ratas da raça Ratus
Norvegicus Albinus variedade Wistar, peso médio 308g,. Os animais foram alocados no
Laboratório de Farmácia da Univille em Joinville, sendo divididos em 3 grupos, imobilizados
sete dias (8 animais), imobilizados quatorze dias (8 animais) e grupo controle não
imobilizados (6 animais). Para o procedimento de imobilização, inicialmente os animais
foram anestesiados e somente depois foram imobilizados por meio de aparelho gessado com
quadril e joelho em extensão. Após o período de imobilização os animais foram sacrificados e
dissecada a pata posterior direita. Foi realizado ensaio mecânico de flexão do joelho dos
animais com a máquina universal de ensaios EMIC, utilizando célula de carga de 20N. Foram
realizados cálculos de momento de força ou torque e tratamento estatístico.
3.3.3.1 Cuidado dos Animais
O cuidado dos animais foi realizado no biotério do Laboratório de Farmácia do
Departamento Farmacologia da Univille em Joinville. Os animais foram criados pelo Biotério
Associação Catarinense de Ensino. Os animais ficaram locados em caixas padronizadas e
acondicionados a temperatura controlada (22 ± 1) °C. Os procedimentos do estudo foram
realizados com animais que atingiram a massa corporal entre 275g e 325g, com idade
aproximada de 3 meses, com livre acesso à água e ração e submetidos a fotoperíodos de 12
54
horas. Os experimentos foram realizados durante o período matutino e vespertino, segundo as
diretrizes éticas da Associação Internacional para o Estudo da Dor (IASP, 1983).
3.3.3.2 Procedimento para Sedação e Imobilização
Para a confecção da imobilização os animais foram sedados conforme o protocolo de
12 horas descrito por Simpson (1997, apud TERRANCE; STEVEN, 1999) assim utilizando-
se inicialmente um relaxante muscular a base de Cloridrato de xylazina (Rompum ®, Bayer
do Brasil. SA.) via intramuscular (7 mg/ kg de peso corporal). Após 5 minutos, seguiu-se com
a aplicação do anestésico a base de Cloridrato de ketamina (Ketamina Agener ® União
Química Farmacêutica Nacional SA.) também por via intramuscular (37 mg/kg de peso
corporal).
Depois do animal sedado realizou-se a imobilização utilizando-se aparelho gessado.
Foi utilizada uma tala tubular de algodão de 4 cm de largura para prevenir a formação de
úlceras de pressão, seguido de aplicação de uma camada de atadura gessada de 5 cm de
largura partindo do joelho do animal em extensão e realizando ancoragem em forma de
cinturão no quadril. Foi colocada uma malha metálica nº. 10 de 4 cm de largura e em seguida
mais uma camada gesso de 5 cm de largura, aplicada de maneira convencional. A tela
metálica teve o objetivo de evitar ou diminuir a ação dos animais roendo o próprio gesso.
Nesta fase teve-se cuidado para que a tela ficasse bem coberta pelo gesso e afastada do
contato direto com o corpo do animal para evitar lesões. A manutenção diária preventiva da
imobilização foi realizada com a finalidade de assegurar a eficiência da imobilização e
detecção de complicações como edemas, escaras ou acúmulo de fezes ou urina dos animais no
gesso . A inspeção foi realizada de forma visual. Foram realizados reparos no engessamento
quando necessário e uma substituição total, quando o animal molhava o gesso, neste caso
optou-se pela troca do mesmo utilizando-se o mesmo procedimento de imobilização, sendo
que foi mantida a posição de extensão do joelho durante todo o tempo.
O posicionamento final do segmento foi joelho em extensão total, quadril em
extensão e abdução (FIGURA 8). O posicionamento em abdução do quadril é importante para
que o animal não urine diretamente sobre o gesso. Este tipo de imobilização permite a
movimentação do animal na caixa (FIGURA 9).
55
FIGURA 8 – Rato com o membro posterior imobilizado pelo aparelho gessado.
FIGURA 9 – Ratos com o membro posterior imobilizado livre na gaiola plástica.
3.3.3.3 Eutanásia e Dissecação dos Animais
Após o término do período de imobilização, os animais foram eutanasiados de acordo
com Cardoso (2002), por decapitação com o uso de guilhotina. Por opção, anestesiou-se os
animais antes de decaptá-los. Este procedimento foi realizado no Laboratório de
Instrumentação (LABIN), do Centro de Ciências da Saúde e do Esporte (CEFID) da
Universidade do Estado de Santa Catarina (UDESC).
A técnica de dissecação desenvolvida iniciou-se por incisões e remoção da pele da pata
posterior direita (FIGURA 10), após desinserção dos adutores do quadril e depois
desarticulação do mesmo, desinserção dos flexores e extensores do quadril e joelho (FIGURA
11). Foram retirados os músculos inseridos na coxa e perna do animal, desarticulado o
tornozelo, restando somente o tecido periarticular do joelho. A integridade da cápsula
articular foi preservada, a cabeça do fêmur também foi retirada .
56
FIGURA 10 – Remoção da pele da pata posterior direita
FIGURA 11 – A - Pata posterior com toda a musculatura
B –Pata dissecada restando somente desarticular tornozelo e seccionar cabeça do fêmur
3.3.3.4 Ensaio Mecânico do Movimento de Flexão do Joelho
Para a realização do ensaio mecânico do movimento de flexão do joelho, foi
confeccionado dispositivo para fixação da tíbia , permitindo dessa forma o acoplamento à
máquina universal de ensaios. Este dispositivo que chamou-se de garra, foi confeccionado em
alumínio e tem sua fixação na base da máquina (FIGURA 12).
A
B
57
FIGURA 12 – Garra confeccionada para o ensaio mecânico.
Foi confeccionada também uma haste metálica que foi acoplada à célula de carga
(FIGURA 13) e que fez o contato direto com o material de ensaio. Na extremidade desta haste
foi colocado um rolete para diminuir o atrito no osso durante o ensaio. (FIGURA 13B)
FIGURA 13 – A - Haste metálica sem o rolete
B- Haste metálica com rolete acoplado
Os ensaios foram realizados na máquina de ensaios mecânicos no Laboratório de
Instrumentação (LABIN), do Centro de Ciências da Saúde e do Esporte (CEFID) da
Universidade do Estado de Santa Catarina (UDESC). Foi utilizada a Máquina Universal de
Ensaios, modelo: DL3000 (FIGURA 14) fabricados pela EMIC® Equipamentos e Sistemas
de Ensaio LTDA com célula de carga de 20N. As deformações foram registradas pelo
software TESC que é um programa de automação de ensaios, compatível com as máquinas de
ensaios micro processadas marca EMIC®, que recebe informações da máquina para que o
software possa convertê-las em resultados de ensaios tornando possível comparar de forma
A
B
58
precisa, as cargas de deformação e força obtidas através de cada ensaio, a partir da geração de
gráficos força vs deformação.
FIGURA 14 - Máquina Universal de Ensaios, modelo: DL3000.
Protocolo de Ensaio
• Fixação da haste na célula de carga de 20N;
• Fixação da garra na máquina;
• Definição dos limites superior e inferior da máquina;
• Fixação da tíbia na garra;
• Acionamento da máquina com velocidade de 3mm/min;
• Filmagem do ensaio para cálculo do torque;
3.3.3.5 Confiabilidade das Medições
Para avaliar a confiabilidade do método de mensuração foram criados 3 modelos
mecânicos (FIGURA 15) para que se pudesse avaliar a repetitividade dos ensaios. Os modelos
foram desenvolvidos a partir de tubos de hastes de algodão (cotonete), e uma lâmina de aço
mola fixada aos dois tubos, sendo em um dos lados usado resina do tipo “durepoxi”. De
acordo com o comprimento da lâmina cria-se a resistência imposta ao movimento e esta
resistência fica dentro dos limites elásticos deste tipo de aço.
59
FIGURA 15 - Modelo mecânico durante ensaio.
Foram realizadas 10 medições em cada modelo mecânico utilizando os mesmos
parâmetros propostos para o ensaio com os joelhos de ratos e o resultado mostrou-se
repetitivo conforme mostrado no Gráfico 1
GRÁFICO 1- 10 Curvas dos Ensaios em um dos modelos mecânicos
60
O gráfico 2 mostra a comparação entre os 3 modelos mecânicos e seu desvio padrão.
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
0,00
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0 10 20 30 40 50
0,00
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
0 10 20 30 40 50
0,00
0,01
0,02
0,03
0,04
0,05
modelo 3
Força (N)
Deformação (mm)
modelo 2
modelo 1
GRÁFICO 2 - Comparação entre os 3 modelos mecânicos e seu desvio padrão
Analisando as curvas e os valores encontrados nos 3 modelos mecânicos pode-se
afirmar que a metodologia e instrumentação foram confiáveis e com resultados reprodutíveis.
3.3.3.6 Análise dos Resultados
Para análise dos resultados foram utilizados os dados obtidos pelo ensaio mecânico e a
filmagem utilizada para o cálculo do momento de força ou torque.
Foram obtidos através do TESC que é o programa para aquisição de dados da EMIC,
os valores de força em Newton durante um espaço de tempo pré-determinado. Estes valores
geram uma curva de força x tempo, conforme mostrado no Gráfico 3
61
GRÁFICO 3 - Curva força x tempo – TESC
O programa gera também uma tabela com todos os pontos da curva, onde foram retirados os
seguintes dados:
Tempo inicial (ti ) – que é o tempo após o acionamento da máquina onde a haste sai do
limite superior pré-determinado até o toque no corpo de prova.
Força máxima (fmax) : maior valor de força encontrado no ensaio.
Tempo na força máxima (tfmax): é o tempo onde apresentou o maior valor de força.
Foi realizada a filmagem de todos os ensaios. Estas imagens foram colocadas em um
programa chamado VirtualDub-1.7.2 que permite a observação e cópia quadro a quadro.
Foi então selecionado o quadro no exato momento em que o rolete toca o corpo de
prova, este quadro foi transferido para o programa gráfico e realizado a seguinte mensuração:
Ângulo inicial (<i) : ângulo entre um eixo traçado da extremidade proximal até a distal
da tíbia e o eixo femural;
Ângulo inicial em relação à horizontal (<ih): ângulo formado entre uma linha
horizontal e o eixo femural;
62
Distância do Braço de Alavanca (d): Distância do ponto fixo até o ponto de aplicação
da força; (FIGURA 18)
FIGURA 16 - Imagem das mensurações obtidas pelo programa Gráfico.
Após foi selecionado o ponto da força máxima encontrada e avaliado os seguintes
dados:
Ângulo final (<f) : ângulo entre um eixo traçado da extremidade proximal até a distal
da tíbia e o eixo femural no ponto do força máxima;
Ângulo final em relação à horizontal (<fh): ângulo formado entre uma linha horizontal
e o eixo femural no ponto da força máxima; (FIGURA 19)
FIGURA 17 - Imagem das mensurações obtidas pelo programa gráfico
11 graus
113 graus
13,50 milímetros
18,67 milímetros
Ângulo inicial em
relação à
horizontal
Distância do Braço
de Alavanca
Ângulo Incial
42 graus
67 graus
Ângulo final em
relação à horizontal
Ângulo final
63
De posse dos valores foi calculado o momento de força (M) ou torque em cada
ensaio. Momento é representado pela fórmula:
M = F x d
Onde : F significa força
d significa distância
4 APRESENTAÇÃO DOS RESULTADOS
Após o término dos experimentos houve mudança na distribuição dos animais
conforme mostrado na TABELA 2.
TABELA 2 – Distribuição dos animais no término do experimento.
Grupo Nº. inicial
Nº. excluído Causa da exclusão Nº. final
Controle 6 - - 6
Grupo 1 8 2 Óbito por causa desconhecida. 6
Grupo 2 8 2 1 Óbito por anestesia
2 Excluído por motivos técnicos.
5
Os animais excluídos por motivos técnicos foram um erro na dissecação, houve uma
incisão que comprometeu a cápsula articular.
TESTE DE ANOVA
A TABELA 3 mostra os resultados obtidos nas variáveis força máxima, ângulo horizontal
inicial e torque e a TABELA 4 o Post Hoc Turkey.
Intervalo de Confiança
Variáveis Grupo X S CV Limite Inferior
Limite
Superior
Controle
0,0497 0,0088 17,7062 0,0404 0,0589
Imobilizados
7 dias
0,0567 0,0172 30,3350 0,0139 0,0994
Força
Imobilizados
14 dias
0,357 0,2733 76,55 -0,0690 0,701
64
Controle
-12,5000 6,9209 -55,3677 -19,7631 -5,2369
Imobilizados
7 dias
- 0,5 9,0277 1805,54 -13 11
Ângulo
Horizontal
Inicial
Imobilizados
14 dias
4 9,6695 241,737 - 5 20
Controle
0,7248 0,1321 18,2257 0,5862 0,8635
Imobilizados
7 dias
0,8467 0,2700 31,8885 0,1758 1,5175
Torque
Imobilizados
14 dias
5,258 4,1910 79,707 0,966 0,2316
TABELA 3 -Estatística Descritiva – ANOVA
Post Hoc Turkey
VD Grupos Diferença
entre médias
p
Controle x Imob. 7dias
- 0,0201 0,995
Controle x Imob. 14 dias
- 0,5448 0,051
Força Máxima
Imob. 7 dias x Imob. 14 dias
- 0,5246 0,061
Controle x Imob. 7dias
-12,00 0,067
Controle x Imob. 14 dias
-15,00* 0,021
Ângulo Horizontal Inicial
Imob. 7 dias x Imob. 14 dias
-3,00 0,817
Controle x Imob. 7dias
- 0,2716 0,995
Controle x Imob. 14 dias
- 7,5178* 0,038
Torque
Imob. 7 dias x Imob. 14 dias
- 7, 2461* 0,046
* Diferença entre as médias significativas p ≤ 0,05.
TABELA 4 – Post Hoc Turkey
65
Teste ANOVA
Força Máxima: Tendência a diferença significativa entre o grupo controle e o
imobilizado 14 dias.
Ângulo Horizontal Inicial: Tendência a diferença significativa entre o grupo controle e
o imobilizado 7 dias e diferença significativa entre o controle e o imobilizado14 dias.
Torque: Tendência a diferença significativa entre o grupo imobilizado 7 dias e 14 dias
e diferença significativa entre o grupo controle e o imobilizado 14 dias.
66
DISCUSSÃO
Nesta pesquisa foram utilizadas ratas da raça Rattus Norvegicus Albinus variedade
Wistar, porque a quantidade de machos disponíveis no Biotério da Faculdade de Ciências da
Saúde de Joinville era menor do que a necessária para a pesquisa. Consultando a literatura
observa-se que muitas pesquisas utilizam fêmeas como cobaias desprezando fatores
hormonais, autores como: Carvalho, (2001); Frateschi, (2002); Silva; Volpon, (2004);
Oliveira et al., (2004); Oliveira, (2006), confirmam esta afirmação em suas pesquisas.
Para definição de um modelo de imobilização buscaram-se na literatura vários
modelos, sendo que alguns merecem destaques, sendo o primeiro proposto por Coutinho et
al., (2002), onde o animal é imobilizado por uma camiseta de algodão pela parte superior e
uma na parte inferior. Este não foi adotado para esta pesquisa pela difícil confecção do
aparelho de imobilização. Cancelliero et al., (2005) descreve um modelo de resina onde é
colocado o membro posterior que se deseja imobilizar, associado a uma cinta abdominal de
PVC por dois rotadores laterais Não se optou por este modelo porque o autor utilizou este
sistema somente por no máximo sete dias e na presente pesquisa o tempo de imobilização
chega a quatorze dias. O modelo de imobilização proposto por Booth; Kelso (1973) e por
Salvini (2000), é realizada a imobilização gessada nos dois membros posteriores.
Definiu-se como modelo de imobilização o modelo proposto por Booth; Kelso (1973)
e por Salvini (2000), adaptado colocando-se uma tela metálica entre o gesso para que o
animal não o roesse, e assim evitando que a imobilização fosse ineficiente, e utilizado nesta
pesquisa somente para um dos membros, adotou-se este modelo pelo baixo custo da atadura
gessada e por ser de rápida confecção. Este modelo mostrou-se bastante eficiente e de fácil
confecção, sendo que necessita de cuidados nas primeiras horas de imobilização pela
possibilidade de formação de edema por garroteamente e observações diárias para
manutenção preventiva.
Para realização da imobilização os animais foram sedados de acordo com o protocolo
de 12 horas descrito por Simpson (1997, apud TERRANCE; STEVEN, 1999), devido às
drogas serem aplicadas por via intramuscular assim sendo menores as chances de erro na
aplicação reduzindo o número de óbitos dos animais e pelo fato das drogas serem fáceis de
serem encontradas para venda, e de sua rápida ação. Foi respeitado o volume máximo de
administração por sítio em doses intramuscular de 0,5 ml conforme descrito por Paiva;
Maffili; Santos (2005).
67
Utilizou-se como controle outro grupo de animais e não o membro contra lateral, pois
embora autores o tenham usado, Heslinga et al., (1992 apud FRATESCHI 2002.) mostraram
que tecidos contra lateral, não são totalmente adequados para avaliar os efeitos da
imobilização, pois também sofrem alterações nas propriedades mecânicas quando o membro
oposto é imobilizado.
Todos os animais foram imobilizados com o quadril e joelho em total extensão, porque
Trudel; Uhthoff (2003) demonstram que o posicionamento do membro durante a imobilização
influencia na formação da cápsula articular depositando mais fibras em regiões em que há
maior carga de peso.
Para eutanásia a foi escolhida a decapitação com o uso de guilhotina de acordo com
Cardoso (2002) por ser rápido e não trazer sofrimento ao animal, nesta pesquisa optou-se por
anestesiar os animais antes do sacrifício.
Woo et al., afirma que o armazenamento de tecidos a –20º C mostra-se adequado,
para a manutenção das características mecânicas de ligamentos de coelhos. No entanto, nesta
pesquisa optou-se por realizar o ensaio imediatamente após a dissecação.
Os procedimentos de dissecação mostraram-se bastante eficazes, evitando que as
estruturas periarticulares sofressem qualquer tipo de dano, um dos animais foi eliminado do
grupo pois houve uma falha no procedimento e isto pode ter comprometido a amostra.
Segundo Souza (1997 apud FRATESCHI 2002), que afirma que a escolha do ensaio
mecânico mais adequado para cada material depende da finalidade do material, dos tipos de
esforços que ele sofrerá e das propriedades mecânicas que se deseja medir.
Nesta pesquisa foi realizado ensaio de flexão com o uso da máquina de Ensaios
Universal (EMIC ®), primeiramente por este tipo de ensaio atingir os objetivos propostos na
pesquisa e ser um ensaio simples de ser realizado e proporcionar resultados comparáveis e
reprodutíveis conforme Shimano e Shimano (2000).
Outros autores como Carvalho (2001) e Frateschi (2002), também utilizaram a
máquina de Ensaios Universal (EMIC ®), e afirmam que os materiais biológicos e os usados
na engenharia são diferentes, porém técnicas de análise utilizadas na engenharia podem ser
adaptadas aos estudos de materiais biológicos. Nesta pesquisa foi utilizada uma célula de
carga de 20 N, disponível no LABIN – Laboratório de Instrumentação CEFID - UDESC
Florianópolis.
Como o controle da distância onde a haste toca o fêmur e o centro do joelho ficou
bastante difícil de controlar pela variação do comprimento das patas dos animais, foi realizado
filmagem do ensaio e através das imagens realizada a mensauração desta distância no ponto
68
onde houve a força máxima e então calculado o momento de força ou torque e daí então
realizado tratamento estatístico.
Para o tratamento estatístico foi utilizado Teste de Normalidade de Shapiro Wilk, nos
dados das variáveis força máxima, torque e ângulo horizontal inicial nos grupos controle,
imobilizados 7 dias e imobilizados 14 dias a um nível de significância de 0,05.
Após a verificação da normalidade foram calculadas medidas descritivas das
diferentes variáveis ( média, desvio padrão, coeficiente de variação e intervalos de confiança.
Para comparação entre os grupos controle, imobilizados 7 dias e imobilizados 14 dias
com relação as variáveis dependentes foi empregado o teste ANOVA para dados
independentes (
α = 0,05) seguido do teste post hoc de Tukey. Utilizado para a análise o
programa SPSS for windows versão 14.
Quanto aos resultados na variável força máxima demonstrou tendência a diferença
significativa entre o grupo controle e o imobilizado 14 dias.
Quanto aos resultados na variável ângulo horizontal inicial demonstrou tendência a
diferença significativa entre o grupo controle e o imobilizado 7 dias e diferença significativa
entre o controle e o imobilizado14 dias.
Quanto aos resultados na variável torque demonstrou tendência a diferença
significativa entre o grupo imobilizado 7 dias e 14 dias e diferença significativa entre o grupo
controle e o imobilizado 14 dias.
A comparação destes resultados com outros autores torna-se dificultada pela ausência
de estudos diretamente relacionados ao tecido periaricular. Jarvinen (1977) apud Oliveira
2004 avaliou os efeitos da imobilização nas propriedades mecânicas dos músculos
gastrocnêmios de ratos imobilizados por 7, 14, 21 e 42 dias. Dentre os resultados foi
encontrada uma redução significativa das propriedades mecânicas de carga e alongamento
máximos, da resiliência e da rigidez nos animais que fizeram uso de imobilização por uma
semana. Resultados estes que concordam com os encontrados nesta pesquisa, que mostra uma
aumento significativo no torque entre o grupo controle e o grupo imobilizado 14 dias e uma
tendência entre os grupos imobilizados 7 e 14 dias e quanto a força máxima tendência a
diferença significativa entre o grupo controle e o grupo imobilizado 14 dias.
Resultado da análise do Ângulo inicial (<i) que é o ângulo entre um eixo traçado da
extremidade proximal até a distal da tíbia e o eixo femural, em posição vertical preparado
para o ensaio, observando a média dos ângulos tem-se grupo controle 96,5˚, grupo
imobilizado 7 dias 104˚ e o grupo imobilizado 14 dias 109˚, levando em consideração que
69
nesta posição as amostras estão sofrendo a ação da gravidade e que esta é constante nos três
grupos pode-se afirmar que há um aumento na resistência ao movimento.
Quanto ao Ângulo inicial em relação a horizontal (<ih) que é o ângulo formado entre
uma linha horizontal e o eixo femural, o teste estatístico mostrou diferença significativa
p
≤ 0,05 entre os grupos controle e imobilizados 14 dias e tendência a diferença significativa
entre o grupo controle e imobilizados 7 dias.
70
CONSIDERAÇÕES FINAIS
Quanto à técnica de anestesia com o protocolo de 12 horas descrito por Simpson
(1997, apud TERRANCE; STEVEN, 1999) utilizando-se inicialmente um relaxante muscular
a base de a Cloridrato de xylazina via intramuscular (7 mg/ kg de peso corporal). Após 5
minutos, a aplicação do anestésico a base de Cloridrato de ketamina também por via
intramuscular (37 mg/kg de peso corporal), mostrou-se bastante eficiente, sendo de ação
rápida, fácil aplicação e bom tempo de anestesia.
A técnica de imobilização gessada com a utilização de uma malha de aço mostrou-se
bastante segura, tendo-se que realizar a manutenção diária, pois na tentativa de roer o gesso,
os animais algumas vezes deixavam expostas partes da tela o que poderia levar a úlceras de
pressão ou lesões diretas.
Os procedimentos para dissecação mostraram-se seguros, de fácil aprendizado e
rápidos, mantendo-se desta forma um tempo seguro entre a dissecação e o ensaio mecânico.
Os ensaios realizados na Máquina Universal de Ensaios EMIC, mostraram-se
confiáveis, sendo que os modelos mecânicos utilizados para avaliar a repetitividade dos
ensaios confirmaram estes dados.
Quanto aos grupos, os testes estatísticos mostraram resultados significativos no
aumento do torque entre o grupo controle e o grupo imobilizado 14 dias, variação
significativa no ângulo horizontal inicial entre o grupo controle e o grupo imobilizado 14
dias.
Tem-se com esta pesquisa um modelo animal e uma instrumentação confiável para a
avaliação dos efeitos da imobilização na resistência ao movimento de flexão do joelho de
ratos.
Sugere-se continuidade desta pesquisa utilizando-se este modelo animal, mais com
um número maior de animais e imobilizações em outros tempos.
71
REFERÊNCIAS
ACHOUR, Júnior A. Flexibilidade: Teoria e Prática. Revista Brasileira de Atividade Física
e Saúde, Londrina, v.3, p.75-86. 1998
AMATUZZI, M. M.; HERNANDEZ, A.J.; ALBUQUERQUE, R.F.; Lesões
meniscoligamentares do joelho. In: HEBERT, Sizinio; XAVIER, Renato; PARDINI,
Arlindo, G, JR.; Ortopedia e Traumatologia: Princípios e Práticas. Porto Alegre: Artmed,
2003. cap. 64. p.1306-1321.
ALIEVI, M.M.; SCHOSSLER, J.E.; TEIXEIRA, M.W.; Goniometria da articulação tíbio-
tarsal após imobilização Ciência Rural, Santa Maria, v.34, n.2, p.425-428, mar-abr, 2004
ANGEL, M.J.; RAZZANO P.; GRANDE, D.A. Defining the challenge: The basic science
of articular cartilage repairs and response to injury. Sports Medicine & Arthroscopy
Review. v.11 n.3 p.168-181, Setembro 2003.
AKESON, W.H. AMIEL, D., and WOO, S. Immobility Effects of Synovial Joints: The
Pathomechanics of Joint Contracture. Biorheology, 17: 95-110.
ANDREWS, J.R. Reabilitação Física das Lesões Desportivas. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 2000.
APLEY, G.A.; SOLOMON, L. Ortopedia e Fraturas em Medicina e Reabilitação. 6ª ed.
São Paulo: Atheneu, 2002.
APPELL, H. J. Muscular atrophy following immobilization. A review Sports Med, v.10,
p.42-58, 1990.
BARAD, S.; CABAUD, H. E.; RODRIGO, J. J. Effects of storage at – 80 degrees C as
comparad to 4 degrees C on the strength of rhesus monkey anterior cruciate ligaments.
Trans. Orthop. Res. Soc., v. 7, p. 378, 1982.
BECHTOLD, J. E.; EASTLUND, D. T.; BUTTS, M. K.; LAGERBORG, D. F.; KYLE, R. F.
The effects of freeze-dried and ethylene oxide sterilization on the mechanical properties
of human patellar tendon. Am. J. Sports Med., v. 22, p. 562-566, 1994.
BEHNKE, Robert. Anatomia do Movimento. Porto Alegre: Artmed, 2004.
BEHRENS, F.; KRAFT, E.L.; OEGEMA, T.R JR. Biochemical changes in articular cartilage
after joint immobilization by casting or external fixation. Journal of Orthopaedic
Research, v.7, n.3, p.335-343, 1989.
BOOTH,F.W.; KELSO,J.R. Protection of rat muscle atrophy by cast
fixation.immobilization in rats. J Appl P hysiol, v.47, p.435 - 439. 1973.
BRANDT, K.D. Response of joint structures to inactivity and to reloading after
immobilization. Arthritis & Rheumatism, Indianapolis, v.49, n.2, p.267-271, 2003.
72
BROWN, D.E.; NEWMANN, R.D. Segredos em ortopedia. 2ª ed. Porto Alegre: Artmed,
2001. cap. 69. p. 335-337.
BUCKWALTER, J.A. Osteoarthritis and articular cartilage use, disuse, and abuse:
experimental studies. J Rheumatol 22 (Suppl 43): p.13-15, 1995.
BUCKWALTER, J.A.; MARTIN, J. A. Doença articular degenerativa. Clinical Symposia,
São Paulo, v.47, n.2, 1999.
BURKITT, G. H.; YOUNG, B. Histologia Funcional. 3ª ed. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 1994.
BUSCHBACHER, R.M; Desconditioning, conditioning and the benefits of exercise. In:
BRADDOM, R.L. Physical Medicine and Rehabilitation. 2 ed. Philadelphia, Pa:
WBSaunders, Co., p 687 - 705
CAILLET, R. Dor no joelho. 3ª ed. Rio de Janeiro: Artmed, 2001
CALAIS-GERMAIN, B. Anatomia para o Movimento. São Paulo: 3ª ed. Revinter, 1992.
CANCELLIERO, K. M., DIAS, C. K. N., SILVA, C. A. e GUIRRO, R. R. J. Alterações Do
Conteúdo De Glicogênio e do Peso Muscular em Função da Posição Articular e do
Período de Mobilização. Rev. Brasileira de fisioterapia.. Vol. 9, No. 2 pag 173-179 2005.
CARDOSO, C. V. Animais de laboratório: criação e experimentação. Rio de Janeiro:
Fiocruz, 2002.
CARVALHO, C.M. M. Efeitos da imobilização e do exercício físico em algumas
propriedades mecânicas do músculo esquelético. Dissertação – Área Interunidades em
Bioengenharia da EESC/FMRP/IQSC – Universidade de São Paulo. 2001
CHHABRA, A.; ELLIOT, C. C.; MILLER, M. D. Normal Anatomy and Biomechanics of
the Knee. Sports medicine and arthroscopy review. Virginia. v.9, n.3, p.166- 177, jul./set
2001.
CONZEMIUS, M.G. Physical therapy for stifle injury. In: American College Of Veterinary
Surgeons Veterinary Symposium, The Surgical Summit, 2004, Detroit, EUA. Procedings.
Detroit: Omnipress, 2004. p.373-375.
CORMACK, D. H. Fundamentos de Histologia. Guanabara Koogan. Rio Janeiro-RJ 1993.
COUTINHO, E. L.; GOMES, A. R. S.; FRANÇA, C. N.; SALVINI, T. F. A new model for
immobilization of rat hind limb. Brazilian Journal of Medical and
Biological Research, v. 35, p.1-4, 2002.
CULAV, E.M.; CLARCK, H. C.; MERRILEES, M.J. Connective tissue: Matrix
composition and its relevance to physical therapy. Phys Ther; v.79, n.3, p 308-319, March
1999.
73
DANGELO, G.; FATTINI, C. Anatomia Humana Sistêmica e Segmentar. São Paulo:
Atheneu, 2002.
DUPONT, S.; ANNE, C.; RICHMOND, F.Jr.; LOEB, G.E. Prevention of muscle atrophy
by low-frequency electrical stimulation in rats. Transactions on Neural Systems and
Rehabilitation Enginnering, v.11, n.3, p.218-226, Sep 2003.
EDGERTON, R.V.; ROY, R.R.; ALLEN, D.L.; MONTI, R.J. Adaptations in skeletal
muscle disuse or decreased-use atrophy. American Journal of Physical Medicine &
Rehabilitation, Los Angeles, v.81, p.127-147, 2002.
EDMOND, S.L. Manipulação e mobilização técnicas para membros e coluna. São Paulo:
Manole, 2000.
ELDER, G.C B.; MCCOMAS, A. J. Development of rat muscle during short and long
term hindlimb suspension. J Appl Physiol. v.62 n.5 p.1917-1923. May 1987.
ELLENBECKER, T.S. Reabilitação dos ligamentos do joelho, Editora Manole, Barueri –
São Paulo, 2002.
ENOKA, R.M. Bases neuromecânicas da Cinesiologia, 2 ed. São Paulo, SP: Manole, 2000.
ENWEMEKA, C.S. Inflammation, cellularity, and fíbrillogenesis in regenerating tendon
implications for tendon rehabilitation. Physical Therapy. v.69, n. 10, p 816-821,1989.
EVANS, B. E.; EGGERS, G. W.; BUTLER, J. K.; BLUMEL, J. Experimental
immobilization and remobilization of rat knee joints. J Bone Joint Surg Am n.42 p.737-58,
1960.
FELICE, J.C.; COSTA L.F.C, DUARTE D.G.; CHAHADE, W. H.; Elementos básicos de
diagnóstico da Osteoartrose. Temas de Reumatologia Clínica 2002; v.3 n.3 p.68-81.
FRANK, C.B. Ligament injuries: Pathophysiology and healing. In: ZACHAZEWSKI, J.
E.; MAGEE, D. J.; QUILLEN, W.S. Athletic Injuries and Rehabilitation. Philadelphia:
Saunders. p.9-26. 1996.
FRATESCHI, M.E.B.J.M. Efeitos da imobilização e remobilização em algumas
propriedades mecânicas do osso. Dissertação (Mestrado). 56 f. Escola de Engenharia de São
Carlos, Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto e Instituto de Química de São Carlos –
Universidade de São Paulo, 2002.
DONATELLI, R. And OWENS-BURKHART, A. Effects of Immobilization on the
extensibility of Periarticular connective tissue. Journal Orthop. Phys. Ther., 3:67-72.
FULLER, R.; HIROSE-PASTOR, E.M. Osteoartrose. In: YOSHINARI, N.H.; BONFÁ, E.
S.D.O. Reumatologia para o clinico. São Paulo: Roca, 2000.
GHOSH, P.; SUTHERLAND, J.; BELLENGER C.; READ, R.; DARVODELSKY, A. The
influence of weight-bearing exercise on the articular cartilage of meniscectomized joints.
An experimental study in sheep. Clin Orthop n.252 p. 101-113, 1990.
74
GIBSON J.N.; SMITH K.; RENNIE, M.J. Prevention of disuse muscle atrophy by means
of electrical stimulation: maintenance of protein synthesis. The Lancet, v.1;2 n.8614
p.767-770, Oct 1988.
GIL, A.C. Como elaborar projetos de pesquisa. São Paulo: Atlas, 1991.
GOSSMAN, M.R.; ROSE, S.J.; SAHRMANN, S.; KATHOLI C.R.; Length and
circumference measurements in one-joint and multijoint muscles in rabbits after
immobilization. Phys Ther,. v.66, n.4, p.516-520, Apr 1986.
GOULD III, J. A. Fisioterapia na ortopedia e na medicina do esporte. 2. ed. São Paulo:
editora Manole, 1996.
GREVE, J.M. D.; AMATUZZI, M.M. Medicina de Reabilitação Aplicada à Ortopedia e
Traumatologia. Roca: São Paulo, 1999.
GROSS, J.; JOSEPH, F.; ROSEN, E. Exame Músculo-Esquelético. Manole: São Paulo,
2002.
HALAR, E. M.; BELL, K. R. Immobility. Physiological and functional changes and
effects of inactivity on body functions. In: DeLisa JA, Gans BM, editors. Rehabilitation
medicine: principles and practice. 3rd ed. Philadelphia: Lippincott-Raven; p.1015-34, 1998.
HALL, S. J. Biomecânica básica. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2000.
HAMILL, J.; KNUTZEN, K. M. Bases biomecânicas do movimento humano. São Paulo:
Manole, 1999.
HEBERT, S.; XAVIER, R.; PARDINI, A. G Jr. Ortopedia e Traumatologia: Princípios e
Práticas. Porto Alegre: Artmed, 2003.
HERNANDEZ, A. J.; REZENDE, U. M.; UHLENDORFF, Von E. F.; LEIVAS, T. P.;
CAMANHO, G.L. Estudo mecânico dos complexos colaterais do joelho. Rev Bras Ortop n.
28 p.565- 569, 1993.
HOLANDA, A. J.; Estudo dos efeitos de orientação das fibras de colágeno nas
propriedades mecânicas de flexão e impacto dos ossos .Dissertação de Mestrado – Escola
de Engenharia de São Carlos/ Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto/ Instituto de Química
de São Carlos / Universidade de São Paulo. São Carlos, 1999.
JEFFREY, P. D.; DAVID, B. A. Segredos em Fisioterapia Ortopédica. Porto Alegre:
Artmed, 2004.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Biologia Celular e Molecular. Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan, 2000.
JUNQUEIRA, L. C.; CARNEIRO, J. Histologia Básica. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan,
1999.
75
JURVELIN, Jukka.; KIVIRANTA, Ilkka.; TAMM,I Markku.; HELMINEN, Heikki J.
Softening of canine articular cartilage after immobilization of the knee joint. Clin Orthop
Relat Res. v.207 p..246-52, Jun 1986.
KAPANDJI, A. I. Fisiologia Articular. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2000.
KENDALL, F.; McCREARY P.; KENDALl, E.; PROVANCE, P. G. Músculos, provas e
funções. 4
ª
ed. Manole, 1995.
KISNER, C.; COLBY, L. A. Exercícios Terapêuticos: Fundamentos e Técnicas. 3ª ed., São
Paulo: Manole, 1998.
LEROUX, M. A.; CHEUNG, H. S.; BAU, J. L.; WANG, J.Y.; HOWELL, D. S.; SETTON,
L. A. Altered mechanics and histomorphometry of canine tibial cartilage following joint
immobilization. Osteoarthritis and Cart, v.9, p.633-640, 2001.
LIANZA, S. Medicina de Reabilitação. 3ª ed. Guanabara Koogan, 2001
LIPPERT, L. Cinesiologia Clínica para Fisioterapeutas. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 2003.
MACNICOL, M. F. O Joelho com Problema. 2ª ed. São Paulo: Manole, 2002.
MAFFULLI, N..; KING, J. B. Effects of physical activity on some components of the
skeletal system. Sports Med. v.13 n.6 p.393-407 Jun 1992.
MANKIN, H. J. Current concepts review – The response of articular cartilage to
mechanical injury. J Bone Joint Surg v.64, p. 460-466, 1982.
PAIVA, P F.; MAFFILI, V. V.; SANTOS, A. C. S. Manual de Manipulação de Animais de
Laboratório. Salvador: Fundação Oswaldo Cruz Centro de Pesquisa Gonçalo Monis, 2005.
MARSOLAIS, G. S.; DVORAK, G..; CONZEMIUS, M. G. Effects of postoperative
rehabilitation on limb function after cranial cruciate ligament repair in dogs. Journal of
American Veterinary Medical Association¸ v.220, n.9, p.1325-1330, May 2003.
MAZZANTI, A. Homoimplante ortotópico conservado, associado à terapia “soft laser”
na reparação tenopatelar em cão. 80f. Tese – Programa de Pós graduação em Medicina
Veterinária da Universidade Federal de Santa Maria, 2002.
MAZZANTI, A.; RAISER, A. G.; PIPPI, N. L.; BARROS, C. S. L..; BRONDANI, J. T.;
MARIN, A.; SILVA, T. R.; HILLE, R.; SALBEGO, F. Z.; STIEVEN, D.; ROHDE, R.;
DALMOLIN, F. Homoimplante ortotópico conservado, associado à terapia “soft laser”
na reparação tenopatelar em cão. Ciência Rural. Santa Maria, v.34, n.2, p.429-437, 2004.
MCCARTY, E. C.; MARX, R. G.; DEHAVEN, K. E. Meniscus repair: considerations in
treatment and update of clinical results. Clinical orthopaedics and related research. v. 1, n.
402, p. 122-134, sep. 2002.
76
McILWRAITH, W. Doenças das articulações, tendões, ligamentos e estruturas
relacionadas. In: STASHAK, T. S. Claudicação em eqüinos segundo Adams. São Paulo:
Roca, 1994. Cap. 7. p. 465-478.
MCNULTY, A.L.; OTTO, J.A.; KASPER, C.E.; THOMAS, P.D. Effect of recovery mode
following hind-limb suspension on soleus muscle composition in the rat. Int J Sports Med;
v.13, n.1, p.6-14, Jan 1992.
MILLIS, L.;T, Description. Canine rehabilitation e physical therapy. Missouri: Elsevier,
2004
MOORE, K.L. Anatomia orientada para a clínica. 3ª ed. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 1992.
MORRISSEY, M.C.; BREWSTER, C.C.; SHIELDS, C. L. Jr.; BROWN, M. The effects of
electrical stimulation on the quadriceps during postoperative knee immobilization.
American Journal of Sports and Medicine, v.13, n.1, p.40- 45, Jan-Feb, 1985.
MUSACCHIA, X.J; STFEN, J.M.; FELL, R.D. Atrophy of skeletal muscle: animal
models. Exercise and Sport Science Reviews. Baltimore, v16, p 61-87.
NARMONEVA, D. A.; CHEUNG, H.S.; WANG, J.Y.; HOWELL, D.S.; SETTON, L.A.
Altered swelling behavior of femoral cartilage following joint immobilization in a canine
model J Orthop Res, v.20, n.1, p.83-91 Jan 2002.
NETTER, F.H. Atlas Interativo de Anatomia Humana - CD-ROM versão 2.0 Porto Alegre:
Artmed 1999.
OLIVEIRA, F.B.; O Ultra-Som Terapêutico Adicionado à Imobilização Gessada nas
Propriedades Mecânicas da Reparação Muscular Pós-Trauma Por Mecanismo de
Impacto. Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Bioengenharia
Interunidades – Escola de Engenharia de São Carlos/Faculdade de Medicina de Ribeirão
Preto/Instituto de Química de São Carlos da Universidade de São Paulo, como parte dos
requisitos para obtenção do título de Mestre em Bioengenharia. São Carlos - Sp 2004.
OLIVEIRA, J. G. P.; MATHEUS, J. P. C.; SENE, G. L.; GOMIDE, L. B.; VOLPON, J. B.;
SHIMANO, A. C. Análise biomecânica dos efeitos da imobilização no músculo
esquelético de ratas treinadas e sedentárias. XI Congresso Brasileiro de Física Medica
2006. Anais São Carlos / Ribeirão Preto.
OLIVEIRA, J. G. P.; Efeitos da imobilização e reabilitação aquática em propriedades
mecânicas do músculo gastrocnêmio de ratas treinadas e sedentárias. Carlos, 2005
Dissertação de Mestrado – Escola de Engenharia de São Carlos/ Faculdade de Medicina de
Ribeirão Preto/ Instituto de Química de São Carlos / Universidade de São Paulo. São Carlos.
PACCOLA, C.A.J.; PUGLIESI, H.B.; MORO C. A.; Estudo da resistência mecânica do
ligamento cruzado anterior em ratos que praticaram natação. Rev Bras Ortop v.40, n.5 –
Maio, 2005.
77
PALASTANGA, N..; FIELD, D.; SOAMES, R. Anatomia e Movimento Humano:
estrutura e função. São Paulo: Manole, 2000.
PFAFFLE, H. J.; TOMANO, M. M.; GREWAL, R.; XU, J.; BORDMAN, N. D.; WOO, S. L.
Y.; HERDON, J. H. Short communication tensile properties of the interosseus membrane
of the human forearm. J Orthop Res n.4 p.842-845, 1996.
PIEDADE, S.R. Ensaio uniaxial de tração de tendão artificial biológico. [Dissertação].
Campinas: Universidade Estadual de Campinas, 1998.
PIEDADE, S.R.; FABBRO, I.M.D..; MISCHAN, M.M..; ALBIERO, D.; RABELO, G. F. et
al. Comportamento Mecânico de Tendões Calcâneo Bovino sob Deformações Cíclicas.
Ciênc. agrotec., Lavras, v. 30, n. 1, p. 148-153, jan./fev., 2006
PLACZEC, J. Segredos em Fisioterapia Ortopédica. Porto Alegre: Artemed, 2004.
POZZI, J.F.A.; KONKEWICZ, E.R. Joelho do adulto. In: HEBERT, S.; XAVIER, R.;
PARDINI, A., G, Jr. Ortopedia e Traumatologia: Princípios e Práticas. Porto Alegre:
Artmed, 2003. p. 444-450, 466-469.
RAPOSO, A.C.; LÓPEZ, R.F.A. Efeitos da Imobilização Prolongada e Atividade Física.
Revista Digital, www.efdeportes.com , Buenos Aires Año 8, Nº50 Julio 2002.
REYNOLDS, Carol A.; CUMMINGS, Gordon S.; ANDREW, Paul D.; TILLMAN, Larry J.
The effect of nontraumatic immobilization on ankle dorsiflexion stiffnes in rats. J Orthop
Sports Physical Therapy v.23 n.1 p 27-33 Jan 1996.
ROSKOSKI JR, R. Bioquímica. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1997.
ROSS, Michael H.; ROMRELL, Lynn J.; REITH, Edward J. Histologia: Texto e Atlas. 2ª
ed. São Paulo: Panamérica, 1993.
ROHEN, Johannes W.; YOKOCHI, Chihiro; LÜTJEN-DRECOLL Elke. Anatomia humana:
atlas fotográfico de anatomia sistêmica e regional. 5ª ed. São Paulo: Manole; 2002.
SALBEGO, Fabiano Z. Substituição do ligamento cruzado cranial em cães, por segmento
teno-ósseo homólogo conservado em glicerina a 98%, submetidos a diferentes protocolos
de reabilitação. 119f. Dissertação (Mestrado em Cirurgia) Programa de Pós-graduação em
Medicina, Veterinária da Universidade Federal de Santa Maria. 2006
SALVINI, T.F. Plasticidade e adaptação postural dos músculos esqueléticos. In:
MARQUES, A.P. Cadeias musculares. Um programa para ensinar avaliação
fisioterapêutica global. São Paulo, Manole. 2000. p.3-14.
SALOMÃO, O.; FERNANDEZ T. D.; CARVALHO, JUNIOR, A. E. et al. Avaliação das
propriedades mecânicas do tendão do músculo tibial posterior submetido a ensaio de
tração axial. Rev Bras Ortop n.29 p.483-486, 1994.
SAMBROOK, Philip.; SCHRIEBER, Leslie.; THOMAS.Taylor.; ELLIS, Andrew. O Sistema
Musculoesquelético: Ciência Básica e Condições Clínicas. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 2003.
78
SANTOS, João Paulo R. Biomecânica: aplicada a cinesioterapia: enfoque no complexo
articular do joelho - parte I, Universidade católica de Petrópolis, Rio de Janeiro, 2002.
SCHOLLMEIER, G.; UHTHOFF, H. K.; SARKAR, K.; FUKUHARA, K. Effects of
immobilisation on the capsule of the canine glenohumeral joint. A structural functional
study. Clin Orthop n.304, p 37-42, 1994.
SCHWARTSMANN, Carlos.; LECH, Osvandré.; TELOKEN, Marco. Fraturas: Princípios e
Prática. Porto Alegre: Artemed, 2003.
SILVA, Adriana Valadares da; VOLPON, José Batista. Modelo de suspensão pela cauda e
seu efeito em algumas propriedades mecânicas do osso do rato . Acta ortop. bras, São
Paulo, v. 12, n. 1, 2004.
SHIMANO, A.C.; SHIMANO, M.M. Ensaios tecnológicos de materiais biológicos. In:
CONGRESSO BRASILEIRO DE ENGENHARIA BIOMÉDICA. Anais. Florianópolis, 2000.
Anais. Santa Catarina, CEBEB. v.1, p. 15-21.
SHIMIZU, T.; VIDEMAN, T.; SHIMAZAKI, K.; MOONEY, V. Experimental study on the
repair of full thickness articular cartilage defects: effects of varying periods of
continuous passive motion, cage activity, and immobilization. J Orthop Res n5: p.187-197,
1987.
SIMPSON, D.P. Prolonged (12 hours) intravenous anesthesia in the rat. Lab. Anim. Sci.
V.47, n.5, p.519-523, 1997.
SMITH, Laura K.; WEISS, Elisabeth L.; LEHMKUHL, Don L. Cinesiologia clínica de
Brunnstrom. 5ª ed. São Paulo: Manole, 1997.
SOLOMON, Daniel H.; SIMEL, David L.; BATES, David W.; KATZ, Jeffrey N.;
SCHAFFER, Jonathan L.; Does this patient have a torn meniscus or ligament of the
knee?: value of the physical examination. The journal of the american medical association, v.
286, n. 13, p. 1610-1620, oct. 2002.
TERRANCE Hawk.; STEVEN, L Leary. Formulary For Laboratory Animals, 2
nd
edition,
Iowa State University Press, Ames, Iowa, 1999.
THOMPSON, Clem W.; FLOYD, R.T. Manual de Cinesiologia Estrutural. 12ª ed., São
Paulo: Manole, 1997.
THOMPSON, Clem W.; FLOYD, R.T. Manual de Cinesiologia Estrutural. 14ª ed., São
Paulo: Manole, 2002.
TOGNINI, J.R.F.; NEVES,D.; SOUZA,A.;AYDOS,R.D. Efeito da conservação por formas
de congelamento na avaliação da força de rotura de cicatrizes da parede abdominal de
ratos. Acta Cir.Bras., v.13 n.4 p.256-259, 1998.
TRUDEL, Guy. Differentiating the myogenic and arthrogenic components of joint
contractures. An experimental study on the rat knee joint.. Int J Rehabil Res. v.20, n.4,
p.397-404, Dec 1997.
79
TRUDEL, G.; UHTHOFF, H. K. Contractures secondary to immobility: is the restriction
articular or muscular? An experimental longitudinal study in the rat knee. Arch Phys Méd
Rehabil, vol 81: p. 6-13, 2000.
TRUDEL,G.; UHTHOFF, H. K. Localized and adaptive synoviocyte proliferation
characteristics in rat knee joint contractures secondary to immobility. Arch Phys Med
Rehabil, vol 84, p. 1350-1356, 2003.
TUREK, Samuel L. Ortopedia: princípios e sua aplicação. 5ª ed. São Paulo: Manole, 2000.
TYYNI August.; KARLSSON, Jon. Biological treatment of joint cartilage damage. Scand
J Med Sci Sports,
v.10, n.5, p.249-65, Oct 2000.
VANWANSEELE, Benedicte.; LUCCHINETTI Eliana.; STÜSSI Edgar.; The effects of
immobilization on the characteristics of articular cartilage: current concepts and
future. Osteoarthritis Cartilage, v.10, n.5, v.408-419. May 2002.
WALKER, Marcellus J. Cartilage of human joints and related structures. In:
ZACHAZEWSKI, James E.; MAGEE, David J.; QUILLEN, William S.. Athletic Injuries and
Rehabilitation Philadelphia: Saunders. 1996. p. 120-151.
WALLACE. Lynn. A.; MANGINE, Robert E; MALONE, Terry, R. Joelho. In: MALONE,
Terry R.; MCPOIL, Thomas G.; NITZ, Arthur J. Fisioterapia em ortopedia e medicina no
esporte. 3ª ed. São Paulo: Santos, 2000. p 295-326.
WEINSTEIN, Stuart.; BUCKWALTER, Joseph. Ortopedia de Turek: Princípios e sua
Aplicação. 5ª ed. São Paulo: São Paulo, 2000.
WOO, A. L. Y.; MATTHEWS, J. V.; AKESON, W. H.; AMIEL, D.; CONVERY, F. R.
Connective tissue response to immobility. Correlative study of biomechanical
measurements of normal and immobilized rabbit knees. Arthritis Rheum, v.18, p.257-64,
1975.
WOO, Savio L.; RITTER, Merill, A.; AMIEL, David.; SANDER, Michael. T.; GOMEZ,
Mark A.; KUEI, Shan C.; GARFIN, Steven R.; AKESON, Wayne H. The biomechanical
and biochemical properties of swine tendon-long-term effects of exercise on the digital
extensors. Connective Tissue Research, v.7, p.177-183, 1980.
WOO, S. L.-Y.; ORLANDO, C. A.; CAMP, J. F.; AKESON, W. H. Effects of postmortem
storage by freezing on ligament tensile behavior. J. Biomech., v. 5, p. 399-404, 1986.
Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
Milhares de Livros para Download:
Baixar livros de Administração
Baixar livros de Agronomia
Baixar livros de Arquitetura
Baixar livros de Artes
Baixar livros de Astronomia
Baixar livros de Biologia Geral
Baixar livros de Ciência da Computação
Baixar livros de Ciência da Informação
Baixar livros de Ciência Política
Baixar livros de Ciências da Saúde
Baixar livros de Comunicação
Baixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNE
Baixar livros de Defesa civil
Baixar livros de Direito
Baixar livros de Direitos humanos
Baixar livros de Economia
Baixar livros de Economia Doméstica
Baixar livros de Educação
Baixar livros de Educação - Trânsito
Baixar livros de Educação Física
Baixar livros de Engenharia Aeroespacial
Baixar livros de Farmácia
Baixar livros de Filosofia
Baixar livros de Física
Baixar livros de Geociências
Baixar livros de Geografia
Baixar livros de História
Baixar livros de Línguas
Baixar livros de Literatura
Baixar livros de Literatura de Cordel
Baixar livros de Literatura Infantil
Baixar livros de Matemática
Baixar livros de Medicina
Baixar livros de Medicina Veterinária
Baixar livros de Meio Ambiente
Baixar livros de Meteorologia
Baixar Monografias e TCC
Baixar livros Multidisciplinar
Baixar livros de Música
Baixar livros de Psicologia
Baixar livros de Química
Baixar livros de Saúde Coletiva
Baixar livros de Serviço Social
Baixar livros de Sociologia
Baixar livros de Teologia
Baixar livros de Trabalho
Baixar livros de Turismo
