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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA CATARINA
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS GENÉTICOS VEGETAIS
Relações de cruzabilidade entre espécies e acessos de germoplasma do gênero
Arachis associados ao genoma B do amendoim (Arachis hypogaea L.)
DOUTORANDA: ADRIANA REGINA CUSTODIO – BIÓLOGA
ORIENTADOR: Dr. JOSÉ FRANCISCO MONTENEGRO VALLS
FLORIANÓPOLIS, 2009
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ii
UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA CATARINA
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS GENÉTICOS VEGETAIS
Relações de cruzabilidade entre espécies e acessos de germoplasma do gênero
Arachis associados ao genoma B do amendoim (Arachis hypogaea L.)
Tese apresentada à Coordenação do
Programa de Pós-Graduação em Recursos
Genéticos Vegetais da Universidade Federal
de Santa Catarina, como requisito parcial para
obtenção do título de Doutor em Ciências.
DOUTORANDA: ADRIANA REGINA CUSTODIO – BIÓLOGA
ORIENTADOR: Dr. JOSÉ FRANCISCO MONTENEGRO VALLS
FLORIANÓPOLIS, 2009
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iii
SUMÁRIO
Sumário
iii
Índice de figuras
v
Índice de tabelas
x
Pensamento
xii
Dedicatória
xiii
Agradecimentos
xiv
Resumo
xvi
Abstract
xviii
1- Justificativa
1
2- Objetivos
3
2.1- Objetivo geral
3
2.2- Objetivos específicos
3
3- Revisão bibliográfica
4
3.1- O melhoramento genético do amendoim no Brasil
4
3.2- O gênero Arachis
10
3.3- Caracterização citogenética
12
3.4- A origem dos genomas A e B do amendoim
16
3.5- Hibridação em Arachis
17
3.6- Morfologia da flor em Arachis
19
3.7- Descrição das espécies alvo do estudo de cruzabilidade
23
3.7.1- Arachis gregoryi C. E. Simpson, Krapov. & Valls
23
3.7.2- Arachis magna Krapov., W. C. Gregory & C. E. Simpson
24
3.7.3- Arachis ipaënsis Krapov. & W. C. Gregory
25
3.7.4- Arachis williamsii Krapov. & W. C. Gregory
26
3.7.5- Arachis krapovickasii C. E. Simpson, Krapov. & Valls
27
4- Material
29
5- Métodos
34
5.1- Condução dos experimentos
34
iv
5.2- Germinação dos acessos
34
5.3- Delineamento dos cruzamentos
35
5.3.1- Técnica de cruzamentos
37
5.4- Análise da viabilidade do grão-de-pólen por coloração e
germinação
38
5.5- Resgate de embriões dos híbridos
39
5.6- Análise molecular
40
5.7- Análise citogenética
45
5.7.1- Análise mitótica
45
5.7.2- Análise de acessos com hibridização in situ por
fluorescência – FISH
45
6- Resultados e discussão
49
6.1- Análise da viabilidade do grão-de-pólen por coloração e
germinação
49
6.2- Hibridação
52
6.3- Análise molecular
92
6.4- Hibridização in situ por fluorescência – FISH
102
7- Conclusões
109
8- Bibliografia
111
9- Anexos
128
v
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1: Série histórica de produção de amendoim no Brasil em mil
toneladas por ano.
9
Figura 2 – Morfologia do cromossomo “SAT”. Adaptado de Fernández
& Krapovickas (1994), página 196.
14
Figura 3: Elongação do hipâncio e desenvolvimento do botão floral no
amendoim. Adaptado de Nigam, S.N. et al., (1990), página
8.
19
Figura 4: Flor de amendoim dissecada mostrando: (a) hipâncio, (b)
sépalas, (c) estandarte, (d) asas, (e) quilha, (f) estames,
(g) estigma e estilete. Adaptado de Nigam, S.N. et al.,
(1990), página 7.
20
Figura 5: Três grupos de estames: (a) dois estaminódios estéreis, (b)
quatro estames globosos com anteras dorsifixas e (c)
quatro estames com anteras adnatas oblongas Adaptado
de Nigam, S.N. et al., (1990), página 7.
21
Figura 6: Porcentagem de viabilidade do grão-de-pólen de acessos
silvestres de Arachis pelo método indireto de coloração
analisados durante o ano 2006/2007 (a) e 2007/2008 (b).
49
Figura 7: Porcentagem de viabilidade do grão-de-pólen de acessos
silvestres de Arachis pelo método direto de germinação
analisados durante o ano 2006/2007 (a) e 2007/2008 (b).
50
Figura 8: A) Floreiras com a genitora Arachis gregoryi V 14957 no
início da estação de hibridação. B) Floreiras com a
genitora Arachis gregoryi V 14957 dois meses após o
início da estação de hibridação.
53
Figura 9: A) Floreiras com os genitores masculinos no início da
estação de hibridação. B) Floreiras com os genitores
masculinos dois meses após o início da estação de
54
A
vi
hibridação.
Figura 10: Flor da genitora Arachis gregoryi V 14957
emasculada e polinizada artificialmente.
55
Figura 11: Número de polinizações realizadas entre os acessos
durante o primeiro ano de cruzamentos nos anos
2006/2007.
56
Figura 12: Número de polinizações realizadas entre os acessos
durante o segundo ano de cruzamentos
2007/2008.*Cruzamento duplicado.
56
Figura 13: Flores da genitora Arachis gregoryi V 14957 polinizadas
artificialmente, etiquetadas e marcadas com um cordão.
57
Figura 14: Surgimento do “peg” na base da flor da genitora Arachis
gregoryi V 14957 que foi polinizada artificialmente.
58
Figura 15: Marcação diferencial do “peg” da genitora Arachis gregoryi
V 14957 polinizada artificialmente.
58
Figura 16: Híbridos de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis williamsii Wi
1118 com ramos laterais superiores a 2,5m.
62
Figura 17: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis hoehnei V
13985.
63
Figura 18: A) Germinação espontânea do híbrido de Arachis gregoryi V
14957 x Arachis microsperma V 14042. B) Plântula do
híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis
microsperma V 14042.
64
Figura 19: A) Germinação espontânea do híbrido de Arachis gregoryi V
14957 x Arachis stenosperma V 10309. B) Plântula do
híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis
stenosperma V 10309.
64
Figura 20: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis schininii V
9923.
65
Figura 21: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis kempff-
mercadoi V 13250.
66
vii
Figura 22: Característica do marcador morfológico paterno pilosidade
na face adaxial do folíolo do híbrido de Arachis gregoryi V
14957 x Arachis villosa V 14309.
67
Figura 23: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis diogoi Vp
5000.
68
Figura 24: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis magna K
30097.
70
Figura 25: A) Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis valida V
13514. B) Segmento de fruto formado pelo híbrido de
Arachis gregoryi V 14957 x Arachis valida V 13514.
71
Figura 26: A) Cromossomos do híbrido triplóide de Arachis gregoryi V
14957 x Arachis hypogaea cultivar Tatu. B) Plântula do
híbrido triplóide de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis
hypogaea cultivar Tatu.
72
Figura 27: Característica do marcador morfológico paterno glândulas
na face abaxial do folíolo do híbrido de Arachis gregoryi V
14957 x Arachis glandulifera V 13738.
73
Figura 28: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis batizocoi K
9484 em que não houve o desenvolvimento da parte
aérea.
75
Figura 29: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis batizocoi K
9484 que se desenvolveu sob condições de casa de
vegetação na Embrapa Hortaliças.
76
Figura 30: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis batizocoi K
9484 mantidos in vitro na Embrapa Hortaliças.
77
Figura 31: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis hoehnei K
30006 que se desenvolveu sob condições de casa de
vegetação na Embrapa Hortaliças.
78
Figura 32: A) Plântula do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x
Arachis krapovickasii Wi 1291. B) Planta adulta do híbrido
de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis krapovickasii Wi
79
viii
1291 em florescimento.
Figura 33: Plântula do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis
cruziana Wi 1302-2.
80
Figura 34: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis ipaënsis K
30076.
80
Figura 35: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis benensis K
30005.
82
Figura 36: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis helodes V
6325.
83
Figura 37: Geração F
2
do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x
Arachis gregoryi V 14753.
84
Figura 38: Dendograma baseado em diversidade alélica, mostrando o
agrupamento de 96 acessos de Arachis.
101
Figura 39: Acessos de Arachis analisados por hibridização in situ por
fluorescência (FISH). Em verde sítios 5S; em vermelho
sítios 45S.
104
Figura 40: Acessos de Arachis analisados por hibridização in situ por
fluorescência (FISH). Em verde, sítios 5S; em vermelho,
sítios 45S.
105
Figura 41 – Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos
de Arachis decora, Arachis diogoi, Arachis glandulifera e
Arachis palustris no território brasileiro.
128
Figura 42 – Mapa de distribuição geográfica das coletas do acesso de
Arachis villosa no território brasileiro.
129
Figura 43 – Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos
de Arachis hoehnei, Arachis magna e Arachis
stenosperma no território brasileiro.
130
Figura 44 – Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos
de Arachis gregoryi, Arachis helodes, e Arachis vallsii no
território brasileiro.
131
Figura 45 – Mapas de distribuição geográfica das coletas dos acessos
132
ix
de Arachis kuhlmannii e Arachis valida no território
brasileiro.
Figura 46 - Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos
de Arachis linearifolia, Arachis microsperma, e Arachis
praecox e Arachis simpsonii no território brasileiro.
133
Figura 47 – Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos
de Arachis archeri, Arachis cryptopotamica, e Arachis
douradiana e Arachis stenophylla no território brasileiro.
134
Figura 48 – Mapa distribuição geográfica das coletas dos acessos de
Arachis brevipetiolata, Arachis hermannii, e Arachis
paraguariensis no território brasileiro.
135
Figura 49 – Mapa distribuição geográfica das coletas dos acessos de
Arachis appressipila, Arachis lignosa, e Arachis matiensis
no território brasileiro.
136
Figura 50 – Mapa distribuição geográfica das coletas dos acessos de
Arachis kretschmeri, Arachis pflugeae, e Arachis
subcoriacea no território brasileiro.
137
x
ÍNDICE DE TABELAS
Tabela 1-. Cultivares de amendoim, Arachis hypogaea, registradas no
Registro Nacional de Cultivares do Ministério da Agricultura
no período de 01/01/1998 a 19/09/2006.
7
Tabela 2- Lista das espécies, com seus respectivos números de BRA, a
sigla dos coletores, os acessos, a origem, o município e as
coordenadas geográficas em graus, minutos e metros de
cada um dos materiais utilizados no desenvolvimento da
tese.
30
Tabela 3- Ciclos de cruzamentos realizados entre os anos de
2006/2007 e 2007/2008. Lista dos acessos, espécies e o
genoma dos genitores envolvidos nos dois ciclos de
hibridação.
36
Tabela 4- Quantidade dos reagentes utilizados para a realização das
PCRs
42
Tabela 5- Temperaturas utilizadas durante a amplificação das reações
de PCR.
42
Tabela 6- Sistemas multiplex, primers marcados e suas respectivas
fluorescências, tamanho em pares de base, temperatura de
amplificação e os produtos que foram amplificados e
analisados.
44
Tabela 7- Resultados dos cruzamentos intra e interespecíficos
realizados entre espécies do gênero Arachis. Genitores
masculinos e seu respectivo ano de cruzamento, genoma
do genitor masculino, acessos dos genitores envolvidos,
número total de polinizações realizadas (NPO), número de
segmentos de frutos obtidos (NSF), número de híbridos
confirmados (NH), porcentagem de sucesso por
cruzamento, porcentagem de viabilidade do pólen dos
60
xi
híbridos (VPH).
Tabela 8- Genitores e acessos envolvidos nos cruzamentos,
porcentagem de viabilidade do grão-de-pólen dos genitores
por coloração (VPPC) e germinação (VPPG), porcentagem
viabilidade do grão-de-pólen dos híbridos por coloração
(VPH), número de segmentos de frutos produzidos por
cruzamento (NSF), número de híbridos confirmados (NH),
desenvolvimento das plântulas híbridas: falta de sincronia
de florescimento entre os genitores (FSG), baixa qualidade
das flores dos genitores (BQG), aborto do embrião (AE),
morte nos estágios iniciais de desenvolvimento das
plântulas (MEI), material cultivado in vitro (IV), plântulas
com bom desenvolvimento (PBD) e encaminhamento dos
híbridos ao pré-melhoramento (EPM).
91
Tabela 9- Número de indivíduos analisados (N), número de alelos (NA),
heterozigosidade esperada (He), heterozigosidade
observada (Ho) e conteúdo informativo de polimorfismo
(PIC), encontrados para cada um dos 30 locos
microssatélites analisados em 96 acessos de Arachis spp.
93
Tabela 10: Acessos da secção Arachis analisados por hibridização in
situ por fluorescência (FISH), número de sítios 45S e 5S,
número de cromossomos sintênicos (45S/5S), número de
cromossomos com bandas DAPI. Para fins de comparação,
acrescentam-se dados da literatura referentes às espécies
com o nome entre colchetes.
102
xii
“Ali, no lugar, ele fizera um roçado, defendera-o com o tapume de varas.
Amendoim – era o que aquele ano tinha plantado. O chão ali era bom e a
terra clara – ah, como carecia de ser, ele em seu papagueio explicava.
Porque o amendoim quando produz, abaixa os ramos, para enterrar uma por
uma as frutas, escondendo-as, elas tomavam na casca a cor da terra.”
João Guimarães Rosa
Noites do Sertão - Buriti
xiii
Dedico
Aos meus pais,
Joaquim e Iolete,
pela eterna confiança.
A Luís Fernando,
amigo, companheiro e amor.
Ao bebê que está a caminho.
xiv
AGRADECIMENTOS
Para a Universidade Federal de Santa Catarina através do Centro de
Ciências Agrárias, Departamento de Fitotecnia e aos professores do Programa de
Pós-graduação em Recursos Genéticos Vegetais pelos conhecimentos
proporcionados durante o curso.
Ao Banco Ativo de Germoplasma de Arachis e à Fundação Bill e Melinda
Gates pelo apoio financeiro.
A querida Bernadete M. P. Ribas, a “Berna”, sempre pronta para resolver
todos os meus problemas burocráticos junto ao curso.
Ao Dr José F. M. Valls, pela orientação, confiança e estímulo no
desenvolvimento do trabalho.
Ao Dr Charles E. Simpson, pelo convite de estágio na Texas A&M
University e pelas sugestões nos cruzamentos.
Ao Dr Guillermo J. Seijo, pelo convite de estágio no Laboratório de
Citogenética y Evolución Vegetal del Instituto de Botánica del Nordeste –IBONE-
Corrientes Argentina.
Ao Dr Antonio Krapovickas, pelos livros e as instigantes histórias sobre o
amendoim.
A Drª Hebe Y. Rey e família, pela amizade e carinho que sempre me
receberam em sua casa.
A Drª Graciela I. Lavia e família, pelas conversas sempre muito agradáveis
e pelos momentos compartilhados junto aos seus familiares.
Aos amigos Luis Henrique Robledo e Pedro Juan Caballero e suas famílias,
pela atenção e carinho que sempre dedicaram a mim.
Ao Dr Márcio C. Moretzsohn, pelo apoio nas atividades de caracterização
molecular.
Ao Dr Luiz Joaquim Castelo Branco Carvalho, por ceder espaço em seu
telado para acomodar parte dos experimentos desta tese.
xv
Ao Dr. Antonio C. Torres e José Getúlio da Silva Filho, pelo apoio e
manutenção in vitro dos híbridos na Embrapa Hortaliças.
A Drª Alessandra P. Fávero, pela agradável amizade e apoio no
desenvolvimento da tese.
A Drª Marisa T. Pozzobon, pela amizade, conselhos e relaxamento durante
as pinturas.
Aos demais pesquisadores da Embrapa Recursos Genéticos e
Biotecnologia e Universidade Católica de Brasília que acompanharam o
desenvolvimento do trabalho: Andréa P. S. Peñaloza, Ana Claudia G. Araújo,
Fábio O. Freitas, Marcos A. Gimenes, Patrícia M. Guimarães, Soraya L Bertioli e
David Bertioli.
Ao Nilton C. dos Santos, Tita, por todo suporte, ajuda na dura rotina das
atividades de telado e pelo animado bate-papo.
A Sileuza dos Santos, sempre prestativa em ajudar com os materiais de
citogenética.
As amigas, Maguida F. da Silva, Juliana Vieira, Valéria R. Ramos e Viviane
Talamini pela feliz companhia, aos agradáveis momentos de descontração, apoio
no trabalho, forças para continuar e, acima de tudo, pela amizade, muito obrigada,
vocês são incríveis.
Aos amigos do café Andréa, César, Marco, Regis, Túlio, Carol, Dany, Eva,
Juliana, Karen, Marília, Thaisa, Flávia, Rodrigo e Ediene obrigada pela companhia.
Aos estagiários César e João, pelo auxílio junto às atividades de telado.
A todos os colegas do RGV.
A todos os meus familiares que apoiaram esta jornada.
xvi
RESUMO
Foram realizadas 1368 polinizações envolvendo 39 combinações híbridas.
A espécie genitora foi Arachis gregoryi, acesso V 14957, que foi cruzada com
diferentes espécies do genoma A, B, D, com espécies com 2n=2x=18, 2n=2x=40 e
com a Secção Erectoides. Para todos os genitores e para os híbridos que
produziram flores foi estimada a porcentagem de viabilidade do pólen. O conjunto
de dados obtidos permite inferir que existe cruzabilidade entre A. gregoryi e várias
espécies da secção Arachis associadas, em maior ou menor grau ao genoma B de
A. hypogaea. Isto mostra o potencial para a inclusão em trabalhos de pré-
melhoramento destinados à formação de linhagens a incorporar ao melhoramento
genético do amendoim. Houve a formação de híbridos com espécies associadas
ao genoma A de A. hypogaea, o que permite a produção de anfidiplóides
sintéticos. Com A. hypogaea houve a formação de híbridos triplóides e, assim
como com A. monticola, em alguns casos ocorreu aborto do embrião nos estágios
iniciais de desenvolvimento. Devido do pouco desenvolvimento das plantas ainda
não foi possível confirmar a hibridação com a espécie de 2n=2x=18.
Foi estimada a diversidade alélica por marcadores moleculares
microssatélites, com o objetivo de conhecer as relações de afinidade de 96
acessos pertencentes a 35 diferentes espécies. Houve a formação de nove grupos
principais, ficando evidente a coesão dos acessos de A. gregoryi, e sua estreita
associação com A. ipaënsis e A. valida, e, em menor grau, com A. magna, cujos
acessos mostraram-se heterogêneos. O conjunto de espécies diplóides com
2n=20 e sem o par de cromossomos A, A. williamsii, A. batizocoi, A. krapovickasii,
A. glandulifera, A. cruziana, A. benensis e A. vallsii situaram-se mais distantes do
conjunto de acessos de A. gregoryi.
Na hibridização in situ por fluorescência (FISH) foram analisados 12
acessos brasileiros de cinco espécies. Os acessos de A. gregoryi mostraram
maior similaridade do que a espécie simpátrica A. magna que se mostrou mais
xvii
heterogênea e, também a sua proximidade com A. ipaënsis, A. valida e A.
williamsii.
xviii
ABSTRACT
Pollinations were performed in 1368 involving 39 hybrid combinations. The mother
plant was Arachis gregoryi, accession V 14957, which was crossed with genome
A, B, D, species with 2n= 2x=18, 2n=2x= 40 and Section Erectoides. For all
parents and the hybrids that produced flowers was estimated that the percentage
of pollen viability. The set of data we infer that there crossability between A.
gregoryi and several species of Section Arachis linked to a greater or lesser extent
to the B genome of A. hypogaea. This shows the potential for inclusion in the pre-
breeding for the formation of lines to incorporate the genetic improvement of
peanut. There were formed hybrids with related species to the A genome of A.
hypogaea, which allows the production of synthetic amphiploids. With A. hypogaea
was the formation of triploids hybrids and, as well as, A. monticola, in some cases
of abortion occurred in the early stages of embryo development. Because of the
low development of the plants has not been possible to confirm the hybridization
with aneuploidy. Allelic diversity was estimated by microsatellite molecular
markers, aiming to understand the relationships of affinity of 96 accessions
belonging to 35 different species. There was a formation of nine major groups, with
clear access to the cohesion of A. gregoryi, and his close association with A.
ipaënsis and A. valida, and to a lesser extent, with A. magna, which proved to be
heterogeneous. The set of diploid species with 2n=20 and without the pair of
chromosomes A, A. williamsii, A. batizocoi, A. krapovickasii, A. glandulifera, A.
cruziana, A. benensis and A. vallsii found to be the most distant from all the
accessions of A. gregoryi. In fluorescence in situ hybridization (FISH) were
analyzed 12 accessions of five Brazilian species. The accessions of A. gregoryi
showed greater similarity than the sympatric species A. magna which was more
heterogeneous and also its proximity to A. ipaënsis, A. valida and A. williamsii.
1
1- JUSTIFICATIVA
O Banco Ativo de Germoplasma de Arachis, doravante denominado BAG-
Arachis, da Embrapa/Cenargen vem conservando e ampliando a variabilidade
disponível, a quase 30 anos, do germoplasma silvestre de amendoim. O uso
dessa fonte de variabilidade das espécies silvestres do gênero, especialmente
para o melhoramento da espécie cultivada A. hypogaea, necessita primeiramente
passar pela caracterização do germoplasma.
A linha de pesquisa de recursos genéticos vegetais do BAG-Arachis atua
nas mais diversas frentes, desde o planejamento e estratégias de coleta, até as
etapas de conservação que envolve: introdução e intercâmbio de germoplasma,
coleta, caracterização, avaliação, documentação e conservação, sugeridas pela
FAO em 1996, do germoplasma silvestre de Arachis.
Fundamentado nesta linha, o desenvolvimento desta tese alicerça a
caracterização de novas espécies que apresentam uso potencial em pesquisa de
características que podem ser introgredidas no melhoramento do amendoim.
A incorporação de genes de espécies silvestres ao amendoim é uma
etapa inicial de pré-melhoramento, em uso crescente no melhoramento do
amendoim (Arachis hypogaea L.), espécie tetraplóide com fórmula genômica
proposta do tipo AABB. O aporte de genes de seus parentes silvestres tem se
concentrado em espécies diplóides que compartilham o genoma “A”.
Historicamente, isso se devia à baixa disponibilidade de acessos diplóides com o
genoma “B”, por muito tempo considerado restritos ao sudoeste da Bolívia.
A descoberta de acessos brasileiros de A. gregoryi, A. magna e A. valida,
nas últimas duas décadas, e de acessos de A. williamsii da Bolívia, abriu a
perspectiva de introgressão de características genéticas das espécies do genoma
“B”, mas exige melhor conhecimento da diversidade das relações dessas espécies
e acessos.
Devido a características botânicas muito próximas, entre as espécies alvo
do estudo, não fica clara a distinção entre os vários acessos coletados de A.
2
gregoryi e A. magna, podendo ainda alguns desses acessos ser mais relacionados
a outras espécies próximas. Paira ainda uma dúvida se o único acesso de A.
ipaënsis é ou não conspecífico com A. magna. Quanto maior for à similaridade dos
acessos do germoplasma brasileiro desses grupos com A. ipaënsis e as formas
bolivianas de A. magna, maior será seu valor potencial para o melhoramento do
amendoim.
Os acessos das espécies citadas foram selecionados por serem da secção
taxonômica Arachis, o que indica alta possibilidade de se cruzarem com A.
hypogaea
1
, além de serem espécies anuais, com alta produtividade e indícios de
caracteres de resistência que são desejáveis em programas de melhoramento.
Evidentemente, são necessários estudos para valorizar, apontar e
selecionar as características que possam ser úteis para esses acessos de
germoplasma.
1
Como existem várias espécies de amendoim que são cultivadas, no contexto desta tese, toda a
vez que houver uma referência ao amendoim cultivado, o texto irá referir-se à espécie Arachis
hypogaea. Qualquer menção a outra espécie de amendoim cultivado, que não seja referente
A.hypogaea, haverá uma correta identificação da espécie citada.
3
2- OBJETIVOS
2.1- GERAL
Caracterizar as relações taxonômicas e genéticas entre acessos de quatro
espécies silvestres de Arachis – A. magna, A. gregoryi - espécies brasileiras - e, A.
ipaënsis e A. williamsii, exclusivamente bolivianas, diretamente associadas ao
genoma “B” de A. hypogaea.
2.2- ESPECÍFICOS
Verificar a cruzabilidade entre os acessos de A. gregoryi, A. ipaënsis, A.
magna e A. williamsii;
Confirmar a hibridação por meio de marcadores morfológicos e/ou
moleculares;
Analisar a viabilidade do grão-de-pólen dos parentais e dos híbridos;
Testar a viabilidade de germinação das sementes obtidas de híbridos
férteis;
Verificar, através das metodologias descritas acima, a necessidade de
fundir ou ampliar as espécies alvo de estudo;
Analisar, por meio de marcadores moleculares microsatélites, o grau de
relacionamento genético e verificar se a estrutura molecular corresponde à
classificação taxonômica entre os acessos;
Analisar por meio da hibridização in situ por fluorescência (FISH) acessos
de A. gregoryi, A. ipaënsis, A. magna e A. williamsii para estudos
comparativos de seus genomas.
4
3- REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1- O MELHORAMENTO GENÉTICO DO AMENDOIM NO BRASIL
O melhoramento genético de plantas é uma ciência multidisciplinar, à qual a
humanidade deve grande parte do seu sustento, e que procura agregar, nas
cultivares em vias de lançamento, boas características adicionais às já
disponíveis, ou características que compensem perdas devidas à erosão genética,
à evolução dos patógenos, a problemas de indisponibilidade ou custos crescentes
de insumos ou múltiplas outras causas que determinem insatisfação com as
cultivares em uso (Valls, 2003).
O amendoim é uma oleaginosa, de grande valor nutricional como fonte de
proteína, rico em óleo e vitaminas E e do complexo B sendo já documentada em
achados arqueológicos de mais de 3.700 anos (Hammons, 1994). A cultura é de
grande importância, especialmente para China, Índia e Estados Unidos que estão
entre grandes produtores mundiais. Em 1974, a cultura passou a fazer parte dos
programas internacionais de pesquisa do ICRISAT (International Crops Research
for the Semi-Arid Tropics) e, em 1975, o IPP (International Peanut Program) da
Universidade da Flórida indicou a necessidade de estabelecimento de três centros
internacionais de germoplasma de amendoim, a fim de evitar a erosão genética
neste grupo vegetal (Sichmann et al., 1976)
As atividades de melhoramento do amendoim no Brasil tiveram início na
década de 30, no IAC (Instituto Agronômico de Campinas) (Godoy et al., 1999).
Um apreciável acervo de conhecimentos básicos sobre o amendoim cultivado e de
algumas espécies silvestres, indispensáveis para qualquer trabalho de
melhoramento, foi realizado por Cândida Helena Teixeira Mendes Conagin nas
décadas de 50 e 60. O IAC também realizava avaliação da coleção de linhagens e
cultivares do material introduzido de A. hypogaea quanto às doenças mais comuns
que atacavam a cultura, ressaltando que para algumas doenças a resistência
5
poderia ser encontrada na coleção de espécies do gênero Arachis (Sichmann et
al., 1976)
Tradicionalmente, o melhoramento da espécie foi concentrado nos acessos
das subespécies de A. hypogaea que, apesar de se reproduzirem por autogamia,
apresentam segregantes com suficiente variabilidade para um programa de
melhoramento (Simpson et al., 1992; Krapovickas & Gregory, 1994; Williams,
1996). No Brasil, esta premissa não foi diferente, sendo que os programas de
melhoramento baseiam-se, principalmente na variabilidade genética encontrada
dentro da espécie cultivada de A. hypogaea, ficando, os genes disponíveis nas
espécies silvestres, limitadamente utilizados nos programas de melhoramento
(Santos et al., 2005).
No Brasil, o programa de melhoramento se concentrou nas cultivares “Tatu”
e “Roxo”, de origem pouco conhecidas, com seleções individuais, pois as
populações dessas cultivares poderiam ser constituídas de uma mistura de linhas
puras que se formaram através dos anos por cruzamentos naturais e mutações.
Essas cultivares teriam, portanto, material de alto e baixo potencial genético
(Sichmann et al., 1976).
Atualmente o Brasil produz aproximadamente 300 mil toneladas de
amendoim (Figura 1), sendo uma atividade agrícola tradicional, que concentra
82% da produção nacional no Estado de São Paulo (Santos et al., 2005).
A produção de amendoim no nordeste brasileiro vem aumentando nas duas
últimas décadas, em grande parte pela desistência da cotonicultura pelos
pequenos e médios agricultores, devido a problemas econômicos causados pelo
bicudo (Anthonomus grandis Bohem. 1843). Além disso, os fatores que
favoreceram a cultura do amendoim na região foram: a) o ciclo relativamente curto
da cultura; b) a adaptação às condições hídricas da região; c) o baixo custo de
produção; d) a contribuição na melhoria da qualidade do solo, por ser uma
leguminosa; e) o uso em cultivo consorciado com outras herbáceas; f) o uso na
recuperação de canaviais edaficamente desgastados pela monocultura; g) e
devido a demanda do produto no mercado regional (Santos et al., 2005).
6
O interesse pela cultura do amendoim no cerrado brasileiro surgiu no início
de 2000, pelo aproveitamento dos maquinários das grandes lavouras, como soja e
milho. Com o bom desempenho da cultura, associado com alta produtividade e a
qualidade do produto, a cultura tornou-se mais uma fonte de renda para a
economia regional (Santos et al., 2005).
No Brasil a produção de amendoim se destina para atender o mercado de
alimento, na forma in natura ou na confecção de doces, confeitos, petiscos ou
manteiga. O segmento oleoquímico é restrito, uma vez que sofreu, na década de
80, grandes modificações devido a sua substituição pelo óleo de soja (Godoy et
al., 1999).
Segundo o Registro Nacional de Cultivares do Ministério da Agricultura,
http://www.agricultura.gov.br/images/MAPA/cultivares/RNC_13_09_2006_13_09_2
006.htm (página acessada em 06/10/2006), no período compreendido entre
01/01/1998 a 19/09/2006, existem 14 cultivares de amendoim, A. hypogaea,
registradas para o cultivo e produção de grãos no Brasil (Tabela 1).
As cultivares BR 1, BRS 151-L7 e BRS Havana foram desenvolvidas pela
Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária – EMBRAPA. As cultivares IAC 5,
IAC 22, IAC 8112, IAC Oirã, IAC Poitara, IAC Tupã, IAC Tupã, IAC Caiapó, IAC
Tatú-ST, Tatu Vermelho e Runner IAC 886 foram desenvolvidas pelo Instituto
Agronômico de Campinas – IAC. A cultivar IAPAR 25 (Ticão) foi desenvolvida pelo
Instituto Agronômico do Paraná – IAPAR.
Os principais problemas da cultura estão relacionados ao ataque de pragas
e doenças. As doenças foliares que ocorrem na cultura do amendoim podem
causar queda de até 50% na produção (Moraes & Godoy, 1985). Vários países
como a Índia, Argentina, Estados Unidos e Brasil, percebendo o potencial das
espécies silvestres e sua ampla diversidade genética, passaram a utilizar tais
espécies de Arachis como fonte de resistência para as moléstias da cultura.
Segundo Leal-Bertioli et al., (2003), espécies silvestres de Arachis têm-se
mostrado altamente promissoras como fonte de resistência à pragas e doenças, e
vale a pena ressaltar, que a maioria das espécies silvestres de Arachis são
brasileiras.
7
Tabela 1: Cultivares de amendoim, Arachis hypogaea, registradas no Registro
Nacional de Cultivares do Ministério da Agricultura no período de 01/01/1998 a
19/09/2006.
Cultivares
BR 1
BRS 151-L7
BRS Havana
IAC 5
IAC 22
IAC 8112
IAC Oirã
IAC Poitara
IAC Tupã
IAC Caiapó
IAC Tatu-ST
IAPAR 25 (Ticão)
Runner IAC 886
Tatu Vermelho
A partir da década de 80, foram intensificados os trabalhos de coleta de
germoplasma de Arachis no Brasil, coordenados pela EMBRAPA/CENARGEN, o
que contribuiu para ampliar a variabilidade na coleção do germoplasma (Valls et
al., 1985). Esse esforço resultou num importante aporte de variabilidade para a
crescente tendência de utilização dos parentes silvestres nos programas de pré-
melhoramento e melhoramento do amendoim.
As espécies silvestres, apesar de, na maioria, serem diplóides com 2n=20,
apresentam características de grande utilidade para serem incorporadas na
espécie cultivada, como resistência a doenças, ao estresse hídrico, qualidade
nutricional das sementes, entre outras (Santos et al., 2005).
Isso porém, resulta na necessidade de haver maior entendimento das
relações de cruzabilidade intra e interespecíficas entre os acessos das espécies
silvestres de Arachis para poder-se selecionar características que sejam de
interesse para o melhoramento do amendoim cultivado.
Nessa direção, um importante projeto que solidificou a união do uso dos
parentes silvestres do amendoim para introdução de características de interesse
desses materiais para a cultura do amendoim cultivado foi realizado por Fávero
8
(2004) e Fávero et al., (2006), a qual buscou junto aos melhoristas de amendoim,
levantar as características que estes desejavam introgredir nas suas cultivares. A
partir disso, foi realizada uma série de avaliações fitopatológicas de resistência às
doenças foliares nos materiais silvestres e, dentre aqueles em que foi evidenciada
resistência, houve a seleção dos acessos que entraram para um programa de
cruzamentos, a fim de estudar a introgressão de tais características para a
espécie cultivada, através da produção de anfidiplóides.
Uma grande vantagem, para o país, referente aos programas de pré-
melhoramento e melhoramento do amendoim, é que o Brasil é um grande detentor
de germoplasma das espécies silvestres, as quais podem ser usadas em tais
programas, para introduzir características de interesse desejadas de seus
parentes silvestres para essa cultura.
9
S érie his tóric a de produç ão de amendoim no B ras il
-
100,0
200,0
300,0
400,0
500,0
600,0
19 76/77
19 77/78
19 78/79
19 79/80
19 80/81
19 81/82
19 82/83
19 83/84
19 84/85
19 85/86
19 86/87
19 87/88
19 88/89
19 89/90
19 90/91
19 91/92
19 92/93
19 93/94
19 94/95
19 95/96
19 96/97
19 97/98
19 98/99
19 99/00
20 00/01
20 01/02
20 02/03
20 03/04
20 04/05 (1) P reliminar
20 05/06
20 06/07
20 07/08 (1) P revisã o
20 08/09 (2) P revisã o
Ano
M
i
l
t
o
n
e
l
a
d
a
s
Figura 1: Série histórica de produção de amendoim no Brasil em mil toneladas por ano.
10
3.2- O GENÊRO ARACHIS
A descrição do gênero Arachis foi feita por Linnaeus (1753), considerando
apenas uma espécie, A. hypogaea, o amendoim.
As primeiras cinco espécies silvestres de Arachis foram descritas por
Bentham (1841). Mais tarde, em 1859, Bentham considerava a existência de sete
espécies no Brasil, incluindo A. hypogaea.
Um ensaio de classificação taxonômica foi feito por Chevalier (1929a),
tentando relacionar e agrupar as espécies de acordo com o que ele chamou na
época de raças e formas afins. Ainda em 1929, descreveu A. hypogaea
subespécie sylvestris, considerando esta subespécie como um ancestral de
algumas variedades do amendoim A. hypogaea. Chevalier foi o primeiro a ilustrar
o fruto subterrâneo de uma espécie silvestre constituído de apenas um segmento
de fruto. Em 1933, o mesmo autor, foi o primeiro a elaborar uma chave de
classificação utilizando caracteres vegetativos, tanto aéreos como subterrâneos,
para distinguir as espécies até então conhecidas.
Estudando os exemplares argentinos e seguindo os mesmos critérios de
Chevalier, Burkart (1939) reconhece cinco espécies, porém com os elementos
disponíveis na época, não pode interpretar corretamente os nomes. Foi o primeiro
a descrever e ilustrar um fruto biarticulado correspondente a A. monticola e, mais
tarde (1942), os de A. villosa, observando os exemplares cultivados.
Ao longo dos anos, novas espécies foram descritas e Hoehne (1940)
publicou uma revisão do gênero, utilizando coleções vivas e exsicatas,
reconhecendo 11 espécies, algumas com numerosas formas, a qual descreveu
sem a diagnose latina e, portanto, com nomes inválidos depois de 1931, de acordo
com o Código Internacional de Nomenclatura Botânica. Esta revisão foi baseada
quase que exclusivamente nas características dos folíolos. Apesar das boas
ilustrações das características vegetativas, tanto aéreas como subterrâneas, o
autor não levou em conta as características subterrâneas para classificar as
11
espécies. Utilizando o trabalho de Hoehne para a descrição dos materiais citados,
Mendes (1947) determinou o caráter diplóide de várias espécies silvestres.
Uma nova sinopse do gênero foi publicada por Hermann (1954), baseada
apenas em novas coleções e tentando conciliar os critérios de Chevalier, Burkart e
Hoehne.
Ainda hoje é muito difícil uma correta interpretação taxonômica das
espécies de Arachis, devido a sua similaridade. Muitas das espécies hoje
conhecidas eram classificadas sob um mesmo nome, porque as descrições eram
baseadas apenas em exsicatas, quase sempre coletadas sem as partes
subterrâneas, de grande valor diagnóstico no gênero.
Para uma correta classificação das espécies de Arachis, é necessário
dispor de informações sobre a planta viva e seus hábitos, bem como estudos
sobre cruzamentos interespecíficos e citogenéticos. Com base nesses critérios e,
dispondo ainda de informações cromatográficas e palinológicas, Krapovickas &
Gregory (1994) publicaram uma monografia sobre o gênero, incluindo 69
espécies, 44 das quais novas para a ciência.
Outras 11 novas espécies de Arachis, não contempladas pela revisão do
gênero em 1994, foram publicadas por Valls & Simpson (2005), totalizando 80
espécies descritas.
O gênero Arachis está atualmente dividido em nove secções (Arachis,
Caulorrhizae, Erectoides, Extranervosae, Heteranthae, Procumbentes,
Rhizomatosae, Trierectoides e Triseminatae), segundo sua morfologia, o modo de
reprodução e o modo de dispersão ao longo da América do Sul (Krapovickas &
Gregory, 1994). Todas as secções ocorrem no Brasil. Das 80 espécies descritas,
64 ocorrem no Brasil, sendo 47 exclusivas da flora brasileira.
Em 1973, Gregory et al., tentaram ordenar as espécies da secção Arachis,
em três séries: espécies perenes diplóides (série Perennes); espécies anuais
diplóides (série Annuae) e espécies anuais tetraplóides (série Amphiploides).
Porém, com os resultados de cruzamentos realizados, esta divisão não ficou bem
estabelecida, sendo que existe maior afinidade genética entre algumas espécies
perenes e anuais do que outras espécies agrupadas dentro da mesma série.
12
Um bom exemplo desta situação é mostrado para a secção Arachis. Esta
apresenta como característica a ocorrência de várias espécies anuais, fato que
também ocorre em toda a secção Heteranthae; flores dispostas ao longo de ramos
muito longos, o que facilita a conquista de novos ambientes e, o pericarpo do fruto
ser muito reticulado (Krapovickas & Gregory, 1994).
Atualmente, não vem sendo utilizada uma subdivisão formal para as
espécies da secção Arachis que, em geral, vem sendo associadas aos distintos
genomas (A e B) de A. hypogaea (fórmula AABB), como, respectivamente,
espécies “de genoma A”, ou seja, aquelas espécies diplóides com 2n=20 e
semelhantes ao chamado “genoma A” do amendoim, caracterizado por um par de
cromossomos nitidamente menor que os demais nove pares; “de genoma B”,
reunindo diplóides com 2n=20, mas sem o par pequeno, e ainda as espécies
tetraplóides, A. hypogaea e A. monticola (Valls, 2006).
Acredita-se que o gênero tenha-se originado no Planalto Central Brasileiro,
em área correspondente ao sudoeste de Goiás e Mato Grosso do Sul até a
fronteira com o Paraguai. Nesta área, onde se encontram A. tuberosa e A.
guaranitica, as espécies mais primitivas do gênero, assim consideradas devidas
as suas características morfológicas como as folhas trifolioladas de A. tuberosa e,
dos folíolos lanceolados de A. guaranitica (Krapovickas & Gregory, 1994).
3.3.- CARACTERIZAÇÃO CITOGENÉTICA
Segundo Krapovickas & Gregory (1994), somente a caracterização
exomorfológica das plantas não é suficiente para estabelecer, com precisão, as
delimitações entre as espécies de Arachis, sendo necessário reunir dados
citogenéticos.
Segundo Husted (1933) o primeiro a reportar o número cromossômico
haplóide (20) e diplóide (40) de A. hypogaea foi Kawakami (1930). O próprio
Husted, em 1931, determinou os cromossomos somáticos da espécie brasileira A.
13
nambyquarae e de seis variedades de A. hypogaea. Já nessa época Waldrom
(1919) sugeriu que a espécie cultivada era derivada de espécies silvestres como
A. pusilla e A. prostrata.
Ainda em 1933 Husted relatou que as diferenças cromossômicas não se
limitavam apenas ao número, mas também quanto ao tamanho e forma dos
cromossomos e que novas investigações citogenéticas em espécies silvestres
eram necessárias para estabelecer os ancestrais do amendoim cultivado.
Ao estudar a morfologia dos cromossomos de A. hypogaea, Husted (1933)
identificou um par de cromossomos de pequeno tamanho. Já em 1936 Husted
nomeou este par de cromossomos pequeno de par “A” e, um segundo par de “B”
devido à presença de constrições subterminais e uma atípica e longa constrição
secundária.
Em preparações mitóticas, os cromossomos do par “A” se mostram apenas
levemente corados durante a prófase, exceto na região proximal, onde a coloração
é mais intensa. Já na metáfase, apresentam coloração similar aos demais
cromossomos Fernández & Krapovickas (1994), porém com tamanho nitidamente
menor.
Com base no tamanho relativo do satélite e na posição do centrômero,
Fernández & Krapovickas (1994) classificaram os cromossomos “SAT” em 10
tipos. Para facilitar a descrição, os cromossomos “SAT” foram divididos em braço
1 e braço 2, sendo esses braços separados pelo centrômero. Conforme o
esquema (Figura 2), o braço 2 foi dividido em segmento proximal ao centrômero e
segmento distal (satélite) entre estas duas partes está a constrição secundária,
(Fernández & Krapovickas, 1994).
14
Figura 2 – Morfologia do cromossomo “SAT”. Adaptado de Fernández &
Krapovickas (1994), página 196.
Em trabalho publicado sobre o gênero em 1994, Fernández & Krapovickas
realizaram um levantamento de dados sobre os cromossomos e a evolução em
Arachis. Eles analisaram, nas fases mitóticas, a morfologia dos cromossomos,
especialmente a do par “A” e do cromossomo satelitado de 40 espécies silvestres
que correspondem a 135 acessos e de quatro acessos do amendoim cultivado.
No decorrer dos anos, vários trabalhos foram publicados sobre a
citogenética do gênero Arachis. No trabalho de Lavia (1996, 1998) são
apresentados os cariótipos de duas espécies, A. palustris e de A. praecox, que
apresentam X=9 como número básico de cromossomos. E, Peñaloza & Valls
(1997), encontraram o mesmo número para A. decora.
A análise meiótica também tem sido alvo de pesquisa uma vez que esse
tipo de estudo constitui um dos primeiros passos para o conhecimento do genoma
do gênero. A análise meiótica realizada por Lavia et al., (2001) demonstra pela
primeira vez o comportamento, entre outras, da espécie A. williamsii, com 10
bivalentes e viabilidade de pólen de 99,80%.
Recentemente a citogenética molecular passou a contribuir para o melhor
entendimento das relações entre as espécies do gênero, especialmente com os
trabalhos de hibridização in situ por fluorescência (FISH) e hibridização genômica
in situ (GISH) de Seijo et al., (2004, 2007) e de Robledo & Seijo (2008).
15
A técnica de hibridização in situ (ISH) foi desenvolvida há 40 anos por Gall
& Pardue (1969) e John et al., (1969), mas somente a partir da década de 80
despertou maior interesse na pesquisa científica. Com a implementação de
técnicas de bandeamentos Q, G, e C, esta última mostra a região centromérica, ou
por coloração com fluorocromos específicos como DAPI (reconhece sítios ricos
em AT) e CMA (reconhece sítios ricos em CG) permitiram a visualização de
regiões heterocromáticas específicas (Guerra, 2000).
A hibridização in situ por fluorescência é uma técnica baseada na detecção
de pequenos segmentos de DNA ou RNA a partir de sondas específicas que
podem estar associadas a moléculas radioativas fluorescentes, o que permite sua
melhor visualização. As sondas são seqüências de nucleotídeos complementares
desenvolvidas a partir de segmentos conhecidos do DNA ou RNA que se deseja
identificar. As sondas podem estar representadas no cromossomo uma única vez
ou repetidas várias vezes, sendo chamadas de seqüências repetidas em tandem.
As seqüências são de DNAs satélites, gene que codifica o RNA ribossomal 5S e a
seqüência que codifica o precursor 45S dos RNAs ribossomais 28S, 18S e 5,8S.
Estes genes, 5S e 45S foram bem conservados durante o processo evolutivo
vegetal (Gerlach e Bedbrook, 1979).
A técnica baseia-se no fato de que o DNA formado por duas fitas é
desnaturado, e durante a renaturação as sondas disponíveis no meio em torno do
cromossomo competirão com as fitas de DNA cromossômico e serão hibridizadas
in situ, ou seja, na localização específica onde àquela sonda ocorre naturalmente.
A técnica pode ser utilizada para localizar diferentes seqüências de DNA
em cromossomos mitóticos ou meióticos, em núcleos interfásicos e em fibras de
cromatina (Dong et al., 2001). A hibridização fluorescente in situ possibilita a
localização simultânea ou sucessiva de uma ou mais sondas de DNA ao longo do
cromossomo. Esse procedimento produz marcadores cromossômicos, que podem
ser usados na identificação de genomas, cromossomos ou de regiões
cromossômicas específicas.
16
3.4.- A ORIGEM DOS GENOMAS A E B DO AMENDOIM
A discussão sobre a origem do amendoim na literatura das últimas três
décadas apresenta diferentes versões sobre quais seriam os materiais silvestres
que, num passado remoto, teriam se cruzado, produzido um híbrido estéril que se
duplicou naturalmente, restaurando a fertilidade e, que culminou com o surgimento
da espécie A. hypogaea. Outra dúvida recorrente é se esse processo ocorreu
apenas uma vez na natureza ou se ele se repetiu em diferentes locais, envolvendo
ou não diferentes espécies e quais seriam as espécies envolvidas nesse
processo.
Foram realizados diversos cruzamentos interespecíficos a fim de
estabelecer as relações de afinidade entre A. hypogaea e as espécies silvestres,
iniciando pelo cruzamento realizado por Gregory (1946), envolvendo as únicas
espécies tetraplóides com germoplasma disponível naquela época com a
utilização da cultivar NC Bunch de A. hypogaea x A. glabrata, cujas sementes,
porém não se desenvolveram.
Por muito tempo, A. batizocoi foi considerado como a possível fonte do
genoma B de A. hypogaea. A obtenção de novos acessos de germoplasma e sua
submissão cada vez mais intensa às técnicas de caracterização morfológica,
citogenética e molecular (Stalker, 1990; Kochert et al., 1991; Fernández &
Krapovickas, 1994; Stalker et al., 1994) levaram, em pouco tempo, à exclusão de
A. batizocoi como provável espécie doadora do genoma sem o “par A” na origem
de A. hypogaea (genoma “não-A ou B”) e a sugestão de A. ipaënsis como a mais
provável doador desse genoma e de A. duranensis como espécie doadora do
genoma A (Kochert et al., 1991). Esta idéia foi respaldada por Fernández &
Krapovickas (1994), Kochert et al. (1996) e Seijo et al. (2004), este último levou a
construção de um mapa físico mostrando, pela técnica de hibridização in situ por
fluorescência (FISH), que os prováveis progenitores silvestres de A. hypogaea,
sejam A. duranensis e A. ipaënsis. A viabilidade deste cruzamento foi
demonstrada através da produção de um anfidiplóide desses dois genitores
17
propostos e seu cruzamento bem sucedido e fértil com representantes das seis
variedades botânicas de A. hypogaea por Fávero et al. (2006).
3.5- HIBRIDAÇÃO EM ARACHIS
O gênero Arachis apresenta uma ampla variabilidade agrupada tanto dentro
como entre as secções que a compõem. Uma das ferramentas utilizadas pelos
pesquisadores, para tentar desvendar e compreender toda esta complexidade
existente no gênero, é a hibridação.
Apesar de a hibridação ser uma técnica utilizada, classicamente, para criar
variabilidade nos programas de melhoramento, aqui ela é utilizada para precisar a
delimitação taxonômica de alguns acessos das espécies alvo do estudo.
Através da produção de híbridos, intra e interespecíficos análises
citogenéticas, morfológicas e moleculares podem ser estabelecidas inferências de
grande valor taxonômico sobre o gênero.
A secção Arachis é a secção evolucionariamente mais avançada e de maior
interesse para os melhoristas de plantas, que buscam encontrar variabilidade para
ser usada nos programas de melhoramento do amendoim cultivado, o qual
pertence a esta secção (Simpson & Valls, 2006).
O primeiro registro de um híbrido interespecífico em Arachis foi feito em
1938 por Hull e Carver entre A. hypogaea e A. glabrata e entre A. hypogaea e três
outras espécies silvestres não identificadas. Em 1946, W. C. Gregory refez o
cruzamento entre A. hypogaea e A. glabrata e nenhuma semente híbrida foi
recuperada; fez ainda cruzamentos entre A. hypogaea e A. villosulicarpa e A.
hypogaea e A. sp (na época erroneamente identificada como A. diogoi). Em cada
um desses casos o fruto foi obtido, porém continham apenas sobras escurecidas
das sementes abortadas logo no início de seu desenvolvimento. Mais tarde, W. C.
Gregory conseguiu um lote de sementes do cruzamento entre A. hypogaea e A.
glabrata, no entanto, ao germinar tais sementes, somente plantas de A. hypogaea
18
foram obtidas, ou seja, o que havia sido reportado como material híbrido era na
verdade frutos provenientes de autofecundação (Gregory & Gregory, 1979).
O primeiro híbrido interespecífico triplóide (2n=2x=30), relatado na
literatura, foi feito em 1949 por Krapovickas e Rigoni, ao cruzar A. correntina
(2n=2x=20) x A. hypogaea (2n=2x=40). Logo a seguir, em 1951, estes mesmos
pesquisadores encontraram a primeira espécie silvestre com igual número de
cromossomos que o amendoim cultivado, A. monticola, inicialmente identificada
sob outro nome, mas em 1957 a descrevem e obtiveram híbridos férteis ao cruzá-
la com A. hypogaea (Krapovickas & Gregory, 1994).
No período compreendido entre 1963 e 1977, Gregory & Gregory (1979)
realizaram 1075 diferentes tipos de cruzamentos entre 91 parentais, tanto dentro
como entre secções do gênero Arachis, tendo sido obtidos 296 híbridos, sendo
que, pelo menos, 126 destes foram entre espécies distintas, e oito híbridos foram
de espécies da secção Arachis com o amendoim cultivado, onde nenhum híbrido
foi obtido entre este material e uma espécie pertencente à outra secção. Dentro da
secção Arachis, os cruzamentos foram realizados entre espécies anuais; anuais
com perenes; anuais com tetraplóides; perenes com perenes e perenes com
tetraplóides.
Essa série de cruzamentos acima citada, teve fundamental importância
para estabelecer as relações taxonômicas do gênero Arachis.
No decorrer dos anos seguintes, vários experimentos de hibridação foram
realizados envolvendo espécies silvestres, tanto no Brasil como em outros países,
especialmente, na Argentina, Estados Unidos e Índia.
No Brasil destacam-se os trabalhos de hibridação entre espécies de Arachis
iniciados por Pompeu (1983), envolvendo A. hypogaea e espécies silvestres da
secção Arachis. Mais tarde, vários trabalhos abordaram espécies com potencial
forrageiro, concentrando-se na secção Caulorrhizae (Oliveira & Valls 2002; Castro
et al., 2007) e também estudando a cruzabilidade interseccional (Teixeira et al.,
1998; Rodrigues, 2006). Fávero (2004) realizou novos cruzamentos entre espécies
da secção Arachis, objetivando caracterizar espécies silvestres com resistência
múltipla as doenças foliares e, portanto, mais resistentes que o amendoim
19
cultivado, para posterior introgressão de tais características, em ações de
programa pré-melhoramento (Fávero et al., 2006).
3.6- MORFOLOGIA DA FLOR EM ARACHIS
A realização de cruzamentos entre espécies de Arachis presume um
conhecimento razoável de suas estruturas reprodutivas, mas a maioria dos
trabalhos de biologia floral do gênero refere-se ao amendoim cultivado.
De modo geral o florescimento tem início entre 14 e 55 dias após o plantio
(Simpson et al., 1994). Em A. hypogaea a produção de flores é fortemente
influenciada pelo fotoperíodo, sendo 12 horas de comprimento do dia o valor
mínimo crítico para muitas espécies (Ketring, 1979).
A flor em Arachis surge a partir de inflorescência tipo espiga presente na
axila foliar. Os botões florais em desenvolvimento tornam-se visíveis 36 a 48 horas
antes da abertura das flores. Estes se apóiam no ápice de um cálice tubular,
denominado hipâncio, o qual inicia um desenvolvimento acelerado,
aproximadamente, 24 horas antes da antese (Figura 3).
Figura 3: Elongação do hipâncio e desenvolvimento do botão floral no amendoim.
Adaptado de Nigam, S.N. et al., (1990), página 8.
20
As flores são sésseis, possuindo o hipâncio bem desenvolvido e o cálice
que envolve toda a estrutura da corola. A corola é papilionada compostas por uma
pétala grande denominada estandarte, duas pétalas laterais denominadas de asas
e duas pétalas soldadas que constituem a quilha que protege os órgãos
reprodutivos (Figura 4). Cada flor mostra oito estames (4 com anteras biloculadas,
4 anteras globosas) e 2 estaminódios (Figura 5). O pistilo da flor, que consiste em
estigma, estilete e ovário. O estigma situa-se sobre a parte apical do estilete o
qual percorre internamente todo o comprimento do hipâncio até o ovário, que se
situa na inflorescência da axila foliar, e que pode ter de dois a três óvulos
(Simpson et al., 1994).
Figura 4: Flor de amendoim dissecada mostrando: (a) hipâncio, (b) sépalas, (c)
estandarte, (d) asas, (e) quilha, (f) estames, (g) estigma e estilete. Adaptado de
Nigam, S.N. et al., (1990), página 7.
21
Figura 5: Três grupos de estames: (a) dois estaminódios estéreis, (b) quatro
estames globosos com anteras dorsifixas e (c) quatro estames com anteras
adnatas oblongas Adaptado de Nigam, S.N. et al., (1990), página 7.
Os grãos de pólen tornam-se maduros, aproximadamente, 6 a 8 horas
antes da antese, mas a polinização não ocorre até que as flores estejam abertas,
o que ocorre nas primeiras horas da manhã (Simpson et al., 1994). Segundo
Conagin (1957) a fertilização em A. hypogaea é normal, ou seja, um dos gametas
masculinos funde-se com a oosfera dando origem ao embrião e o outro se funde
ao núcleo diplóide do saco embrionário para dar origem ao endosperma.
A fertilização ocorre 12 horas após a polinização e durante esse processo o
hipâncio e a flor murcham. Após a fertilização o embrião sofre de quatro a cinco
divisões e torna-se dormente. Ao mesmo tempo, o meristema intercalar torna-se
ativo na base do ovário e inicia o crescimento do “peg”
2
, que possui geotropismo
positivo e ao penetrar no solo e, dependendo da espécie, pode sofrer
espessamento ou tornar-se bastante fino. O comprimento do “peg” está sob
controle genético e ambiental podendo variar de 1 a 2 cm para uma espécie da
secção Extranervosae a mais de 1m na secção Erectoides e Procumbentes. Em
2
Não existe uma descrição anatômica que defina especificamente a ontogenia da formação do
“peg”. A descrição latina para o termo é Paxillum. Adotou-se neste trabalho usar o termo “peg” o
qual, é usado rotineiramente no ambiente de pesquisa sobre o gênero.
22
A. hypogaea a atividade do meristema da base do ovário é sensitivo a luz, sendo
que as divisões cessam após 24-36 horas após a ponta do “peg” se enterrar
totalmente no solo (Simpson et al., 1994).
Segundo Santos et al., (1999), para A. hypogaea, a profundidade que o
“peg” atinge é de, aproximadamente, 7 cm, podendo esta medida variar em função
da textura do solo. O início da formação do fruto ocorre de sete a nove dias após a
emissão do “peg” e a maturação completa de uma vagem, a partir da abertura da
flor, requer cerca de 60 dias, e o período de desenvolvimento completo, da
emergência à colheita, dependendo da variedade e da região plantada (tropical ou
subtropical) apresenta uma variação de 85 até 160 dias.
Conagin (1959) realizou estudos para obter informações sobre o
desenvolvimento dos frutos nas espécies selvagens de amendoim, uma vez que
estes apresentam frutos diferentes da espécie cultivada. A espécie cultivada pode
apresentar de 2 a 5 sementes justapostas dentro de um único fruto e nas espécies
selvagens os frutos apresentam duas sementes, completamente separadas uma
da outra por uma constrição de comprimento variável, denominada istmo. A partir
desta característica Burkart (1939 e 1942) e Hoehne (1940) denominaram o termo
de frutos catenados, ou seja, frutos nos quais suas sementes são separadas uma
da outra por uma constrição muito profunda ou mesmo um istmo de comprimento
variável.
Porém, para a espécie silvestre A. triseminata é comum encontrar frutos bi
ou tri articulados (Krapovickas & Gregory, 1994) e até mesmo tetra ou penta
articulados como em A. giacomettii (comunicação pessoal Dr. J.F.M. Valls, 2006).
Nas espécies selvagens o ovário unilocular, tem normalmente dois óvulos.
A separação das duas sementes tem origem no meristema intercalar que se forma
nos ovários jovens e que separa em duas a cavidade inicialmente única. Este
tecido se desidrata durante o processo de amadurecimento do fruto, tornando-se
quebradiço, por essa razão quando os frutos são colhidos a maioria deles se
rompe e apresentam-se unisseminados, dando uma idéia errônea desta
característica.
23
3.7- DESCRIÇÃO DAS ESPÉCIES ALVO DO ESTUDO DE CRUZABILIDADE
Abaixo são descritas as espécies alvo do estudo. Nesse trabalho serão
utilizadas outras espécies do gênero Arachis que funcionarão como ferramentas
para a interpretação da caracterização do germoplasma listado nos objetivos.
Outras informações sobre tais espécies podem ser encontradas em Krapovickas &
Gregory, (1994) e em Valls & Simpson, (2005).
3.7.1- ARACHIS GREGORYI C. E. SIMPSON, KRAPOV. & VALLS
Planta anual. Eixo central redondo em espécimes frescos, porém
usualmente angular quando seco; altura entre 9-45 cm. Entrenós com 6-28 mm de
comprimento com muitos pêlos de 2 mm e muitas cerdas. Folhas tetrafolioladas,
folíolos com pêlos no topo muito curtos em tecidos jovens, pêlos muito finos,
longos na margem e na parte de baixo do folíolo. Com poucas cerdas na margem
dos folíolos. Pecíolo e ráquis do eixo central longo com muitos pêlos e cerdas. As
estípulas do eixo central com muitos pêlos ásperos na margem, mas em geral com
cerdas na superfície de fora. Na superfície das estípulas com nenhum pêlo ou
cerda. Poucas cerdas na parte livre das estípulas. Ramos laterais arredondados
em espécimes frescos e angulares quando secos. Entrenós com muitos pêlos e
cerdas. Folíolos dos ramos laterais elípticos. Folíolos com muitos pêlos curtos no
ápice dos tecidos jovens e aparentemente glabros em tecidos maduros, com
muitos pêlos finos e longos na parte inferior. Margem com pêlos, com poucas
cerdas espalhadas. Pecíolos e ráquis longos, ambos com pêlos e cerdas.
Estípulas dos ramos laterais com pêlos, mas com muitas cerdas abaixo dos
pulvínulos (ou na parte adnata). Poucas cerdas esparsas na parte livre. Hipanto
com numerosos pêlos finos. Cálice bilabiado com muitos pêlos e com cerdas.
Estandarte laranja; asas amarelas, ambas glabras. Pegs com pêlos curtos na
24
parte aérea, porém sem cerdas. Frutos de 10 x 7 a 17 x 8 mm e geralmente liso
com veios sutis, mas alguns grandes segmentos com leve a proeminente
reticulação. Bico evidente. Frutos perdem o exocarpo na maturidade, expondo o
endocarpo preto com veios pronunciados. Istmo com 12-23 mm de comprimento
(Valls & Simpson, 2005).
A espécie cresce nas areias brancas cobertas por vegetação do cerrado no
limite oeste do Estado do Mato Grosso, na fronteira com a Bolívia. A espécie
prospera numa área que provavelmente é inundada em pelo menos uma parte do
ano, durante a estação chuvosa. A espécie só havia sido coletada no Brasil, mas
provavelmente também cresce na Bolívia, porque o sítio de coleta de diversos
acessos se localiza, aproximadamente, 3-5 km da fronteira entre esses dois
países (Valls & Simpson, 2005).
O número cromossômico foi determinado por Peñaloza & Valls, 2005 como
tendo 2n=2x=20.
3.7.2- ARACHIS MAGNA KRAPOV., W. C. GREG. & C. E. SIMPSON
Planta anual. Eixo central ereto, sem flores, ramos laterais procumbentes.
Talo anguloso, piloso nas partes jovens, até sub-piloso, às vezes com setas
presentes; entrenós do eixo central com até 55 mm de comprimento, e nos ramos
laterais de 30 – 90 mm de comprimento. Folhas quadrifolioladas; no eixo central
estípulas com a porção soldada de 14-19 mm de comprimento e a porção livre de
25-37 mm de comprimento; pecíolo 38-52 mm de comprimento; ráquis 10-17 mm
de comprimento; folíolos oblongos às vezes levemente ovados. Nos ramos
laterais, estípulas com a porção soldada de 8-9 mm de comprimento, a porção
livre de 14-21 mm de comprimento, folíolos ovais ou obovados, levemente agudos
a obtusos. Estípulas com a porção soldada mais ou menos pilosa a subglabra,
com pêlos largos mais densos na linha dorsal e na base, também, há setas largas
e espaçadas; porção livre com a face glabra ou com alguns pêlos largos e setas
25
até a base, margem ciliada. Pecíolo e ráquis canaliculados, pilosos. Face superior
dos folíolos glabra, lisa; face inferior com a nervura média e margem marcada,
com pêlos pequenos, esparcos e com pêlos largos sobre a nervura mediana e na
margem. Flores ao longo dos ramos laterais, em espigas axilares muito curtas, de
5-7 flores. Hipanto de 5-7,5 cm de comprimento, piloso. Cálice bilabiado, piloso e
com poucas setas largas. Estandarte laranja, raramente amarelo, alas amarelas.
Fruto subterrâneo, biarticulado, peg 3-17 cm de comprimento, com largos pêlos
muito esparcos na parte aérea; istmo de até 5 cm de comprimento, bico marcado,
pericarpo reticulado com nervuras sobresalientes. Sementes 10-11 mm de
comprimento por 5-6 mm de largura. O número cromossômico foi determinado por
Fernández & Krapovickas, 1994 como tendo 2n=2x=20.
3.7.3- ARACHIS IPAËNSIS KRAPOV. & W. C. GREG.
Planta anual. Raiz axonomorfa. Eixo central até 45 cm de comprimento,
com poucos ramos na base. Os primeiros ramos cotiledonares começam com
numerosas inflorescências agrupadas, que frutificam rapidamente e logo que o
eixo se alarga formando ramos procumbentes de cerca de 50 cm de comprimento.
Talos glabrescentes com as partes jovens parcialmente pilosas, com largos pêlos
mais ou menos eretos cerca de 1,5 mm de comprimento; entrenós do eixo central
até 75 mm de comprimento, entrenós dos ramos laterais até 55 mm de
comprimento. Folhas quadrifoliadas, folíolos de obovados a elípticos. No eixo
central a base soldada das estípulas mede de 7-13 mm de comprimento e nas
partes livres 17-20 mm de comprimento, pecíolo em geral com 45 mm de
comprimento, variando entre 35-53 mm, na ráquis 10 mm de comprimento, os
folíolos distais de 38 mm de comprimento por 18 mm de largura, e até 45 mm
comprimento por 25 mm de largura, e os folíolos proximais algo menores cerca de
33 mm comprimento por 15 mm de largura até 42 mm por 20 mm. Folhas dos
ramos laterais com a parte soldada das estípulas de 3-5 mm de comprimento e a
26
parte livre de 9-10 mm de comprimento por 2 mm de comprimento, ráquis 7-10
mm de comprimento, par distal dos folíolos 23 mm comprimento por 18 mm de
largura e o par proximal de 20 mm de comprimento por 14 mm de largura.
Estípulas levemente imbricadas na base, face glabra, com alguns pêlos longos no
dorso da porção soldada e ciliadas nas margens. Pecíolo, ráquis e pulvínulos com
alguns pêlos longos, esparcos. Folíolo com epifilo glabro; hipófilo glabrescente,
quando jovem com pêlos muito curtos, nervura média com alguns pêlos longos,
margem não engrossada, ciliada raras vezes com algumas setas curtas. Flores ao
longo dos ramos laterais e também agrupados na base. Hipanto piloso. Cálice
bilabiado. Corola amarela. Fruto biarticulado; peg glabro, epicarpo reticulado com
nervuras mais ou menos sobresalientes. A espécie apresenta 2x=2n=20
cromossomos (Fernández & Krapovickas, 1994).
3.7.4- ARACHIS WILLIAMSII KRAPOV. & W. C. GREG.
Planta anual. Eixo central ereto cerca de 10 cm de altura, ramos laterais
procumbentes, 35 cm de comprimento; talo quadrangular, piloso, pêlos 1,5-2 mm
de comprimento. Folhas quadrifolioladas, estípulas pilosas até a base e com setas
em quase toda a superfície, pecíolo e ráquis pilosos, epifilo liso, glabro, hipófilo
com margem e nervuras pouco marcadas, pêlos pequenos na nervura mediana e
na margem,onde também há algumas poucas setas curtas. No eixo central
estípulas com a porção soldada de 10-12 mm de comprimento, porção livre 15-20
mm de comprimento por 2,5-4 mm de largura, pecíolo 30-35 mm de comprimento,
ráquis 10 mm de comprimento, folíolos oblongos. Nos ramos laterais estípulas 8-
11 mm de comprimento, porção livre cerca de 16 mm de comprimento por 3 mm
de largura, pecíolo 12-20 mm de comprimento, ráquis 6-10 mm de comprimento,
folíolos distais obovados, folíolos proximais oblongos. Hipanto piloso. Cálice
piloso. Estandarte laranja. Fruto subterrâneo biarticulado, peg glabro ou com
27
alguns pêlos curtos nas partes expostas (Krapovickas & Gregory, 1994). Seu
número cromossômico foi determinado como 2n=2x=20 (Lavia, 1996).
3.7.5- ARACHIS KRAPOVICKASII C. E. SIMPSON, D. E. WILLIAMS, VALLS & I.
G. VARGAS
Planta anual. Eixo central ereto com 28-48 cm de altura, entrenós com 5-45
mm; caules verdes arredondados, ou levemente angulares não quadrados;
angulares quando secos. Folíolos do eixo central elíptico, com numerosos pêlos
na parte inferior do folíolo, margem proeminente com muitos pêlos finos e poucas
cerdas, que na margem ficam apontados para baixo e alguns com bulbos na base.
Ápice dos folíolos é glabro. Pecíolos e ráquis com numerosos e finos pelos e
muitas cerdas. Pulvínulos com pêlos. Estípulas do eixo central com pêlos na
margem, poucas cerdas na superfície externa e glabra na interna. Muitas cerdas
na parte adnata da estípula abaixo dos pulvínulos. Ramos laterais procumbentes,
arredondados. Ramos laterais com muitas cerdas e grandes bulbos na base e
muitos pêlos. Folíolos apicais ovados; folíolo basal elíptico. Folíolos dos ramos
laterais com finos pêlos esparsos na superfície inferior, com muitos pêlos finos
sobre o veio médio e nas margens e cerdas que são na parte inferior
proeminentes na margem ou apenas na margem, muitos destas cerdas apontam
para baixo. A superfície superior do folíolo é glabra. As estípulas apresentam
pêlos na superfície externa e nas margens, também com cerdas. A superfície
interna é glabra. O hipâncio e cálice com muitos pêlos. A parte posterior do cálice
é tridentada e também com poucas cerdas. O estandarte é laranja com as asas
amarelas. O peg com profusos pêlos na parte aérea. Algumas cerdas sobre os
pegs. Frutos grandes e lisos, com alguns veios aparentes, mas reticulação muito
suave. Os frutos parecem mais cilíndricos do que alongados. O bico é muito
aparente (Valls & Simpson, 2005). Seu número cromossômico foi determinado
como 2n=2x=20 (Peñaloza & Valls, 2005).
28
A espécie cresce em areia branca friável ao sul das montanhas de
Chiquitos e a leste dos Bañados del Izozog, numa área ao sul de San Jose de
Chiquitos, Bolívia (Valls & Simpson, 2005).
29
4- MATERIAL
As sementes das espécies utilizados no trabalho foram fornecidas pelo
Banco Ativo de Germoplasma de Espécies Silvestres de Arachis, da Embrapa
Recursos Genéticos e Biotecnologia (CENARGEN), Brasília, DF.
Na tabela 2 estão listados todos os acessos utilizados nas diferentes fases
de desenvolvimento da tese, bem como seus dados de passaporte.
Os acessos utilizados em cada fase do trabalho são identificados juntamente com
a metodologia usada. Os mapas de distribuição geográfica, das coletas realizadas
em território brasileiro, das espécies silvestres e de seus acessos encontram-se
plotados no anexo.
30
Tabela 2: Lista das espécies, com seus respectivos números de BRA, a sigla dos coletores, os acessos, a origem, o
município e as coordenadas geográficas em graus, minutos e metros de cada um dos materiais utilizados no
desenvolvimento da tese.
Espécie
BRA
Coletores
Acesso
Origem
Município
Lat
Long
Alt
Uso
A. batizocoi Krapov. & W.C. Gregory
013315
K
9484
Bolívia
Parapeti
2005
6314
700
1, 2
A. batizocoi Krapov. & W.C. Gregory
013323
K
9484-mut
Bolívia
Parapeti
2005
6314
700
1
A. benensis Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
037206
KGSPSc
35005
Bolívia
Trinidad (Aeropuerto)
1, 2
A. cardenasii Krapov. & W.C. Gregory
013404
GKP
10017
Bolívia
Roboré
1820
5946
200
1
A. cruziana Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
036919
WiSVg
1302-2
Bolívia
S. J. Chiquitos - Tucavaca
1, 2
A. cruziana Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
036919
WiSVg
1302-3
Bolívia
S. J. Chiquitos - Tucavaca
1
A. decora Krapov., W.C. Gregory & Valls
030970
V
13307
BRA-GO
Iaciara
1403
4650
450
1
A. decora Krapov., W.C. Gregory & Valls
030902
V
13290
BRA-GO
Monte Alegre de Goiás
1318
4642
510
1
A. decora Krapov., W.C. Gregory & Valls
022811
VSW
9955
BRA-GO
Campos Belos
1301
4642
690
1
A. diogoi Hoehne
039144
Vp
5000
BRA-MS
Corumbá
1750
5733
1, 2
A. duranensis Krapov. & W.C. Gregory
036200
VNvEv
14167
Argentina
Salta
2445
6526
1, 2
A. glandulifera Stalker
033774
VSPmSv
13738
BRA-MT
P. Esperidião (Buriti)
1613
5907
320
1, 2
A. glandulifera Stalker
038687
VOfSv
14730
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1524
6012
1, 3
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
012696
VSGr
6389
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1519
6006
210
1, 3
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038679
VOfSv
14728
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1524
6012
1
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038695
VOfSv
14735
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1523
6011
1
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038717
VOfSv
14739
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1524
6013
1
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038725
VOfSv
14740
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1524
6013
310
1
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038733
VOfSv
14743
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1527
6010
1, 3
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038768
VOfSv
14753
BRA-MT
Pontes e Lacerda
1559
5933
310
1, 2
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038792
VOfSv
14760
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1608
5947
1
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038806
VOfSv
14765
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1605
5957
1
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
038814
VOfSv
14767
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1605
5958
290
1, 2
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
040002
VS
14957
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1522
6014
1, 2, 3
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
040011
VS
14960
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1523
6013
245
1
A. gregoryi C.E.Simpson, Krapov. & Valls
040037
VS
14962
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1523
6013
250
1, 2
A. helodes Martius ex Krapov. & Rigoni
024937
VPoJSv
10470
BRA-MT
Nossa Senhora do Livramento
1548
5621
1
31
Espécie
BRA
Coletores
Acesso
Origem
Município
Lat
Long
Alt
Uso
A. helodes Martius ex Krapov. & Rigoni
012505
V
6325
BRA-MT
Santo Antonio do Leverger
1552
5604
150
1, 2
A. helodes Martius ex Krapov. & Rigoni
012572
V
6324
BRA-MT
Cuiabá
1536
5605
1
A. hoehnei Krapov. & W.C. Gregory
036226
KG
30006
BRA-MS
Corumbá, Baia Vermelha
1815
5728
100
1, 2
A. hoehnei Krapov. & W.C. Gregory
017388
VRGeSv
7612
BRA-MS
Corumbá/cult.CNPGC
1808
5730
90
1
A. hoehnei Krapov. & W.C. Gregory
022632
VPoBi
9094
BRA-MS
Corumbá
1934
5727
100
1
A. hoehnei Krapov. & W.C. Gregory
022641
VPoBi
9140
BRA-MS
Corumbá
1917
5722
100
1
A. hoehnei Krapov. & W.C. Gregory
022659
VPoBi
9146
BRA-MS
Corumbá
1914
5716
100
1, 3
A. hoehnei Krapov. & W.C. Gregory
034606
VMPzW
13985
BRA-MS
Corumbá
1931
5725
120
1, 2
A. hoehnei Krapov. & W.C. Gregory
037800
VRcMmSv
14547
BRA-MS
Corumbá
1931
5727
130
1
A. hypogaea (tipo Xingu) L.
VGaRoSv
12549
BRA-MT
Luciara
1, 2
A. hypogaea L.
Of
101
1
A. hypogaea L.
Of
117
1
A. hypogaea L.
13390
1
A. hypogaea L. subsp. hypogaea var. hypogaea
VGaRoSv
12548
BRA-MT
Luciara
1, 2
A. hypogaea subsp. fastigiata var. peruviana Krapov. & W.C. Greg.
Mf
1560
Argentina
Manfredi (origem Equador)
1, 2
A. hypogaea subsp. fastigiata var. vulgaris C. Harz
cultivar
Tatuí
BRA-SP
Campinas (IAC)
1, 2
A. hypogaea subsp. fastigiata var.aequatoriana Krapov. & W.C. Greg.
Mf
1678
Argentina
Corrientes (origem Equador)
1, 2
A. hypogaea subsp. fastigiata Waldron var. fastigiata
cultivar
Tatu
BRA-SP
Campinas (IAC)
1, 2
A. hypogaea subsp. hypogaea var. hirsuta Köhler
Mf
1538
Argentina
Corrientes (origem Equador)
1, 2
A. ipaensis Krapov. & W.C. Gregory
036234
KGBPScS
30076
Bolívia
Ipa (Quebr. Thaiguate)
2100
6325
650
1, 2
A. kempff-mercadoi Krapov., W. C. Gregory & C.E. Simpson
030643
V
13250
Bolívia
Santa Cruz de la Sierra
1, 2
A. krapovickasii C.E. Simpson, D. E. Williams, Valls & I.G. Vargas
036901
Wi
1291
Bolívia
S. J. Chiquitos - Tucavaca
1814
6051
1, 2
A. kretschmerii Krapov. & W.C. Gregory
037818
V
14555
BRA-MS
Anastácio
2025
5602
1
A. kuhlmannii Krapov. & W.C. Gregory
012611
V
6352
BRA-MT
Cáceres
1556
5748
130
1
A. kuhlmannii Krapov. & W.C. Gregory
022551
V
9235
BRA-MS
Corumbá
1852
5611
100
1
A. kuhlmannii Krapov. & W.C. Gregory
022586
V
9479
BRA-MS
Aquidauana
1955
5530
140
1
A. kuhlmannii Krapov. & W.C. Gregory
020206
V
8887
BRA-MT
Porto esperidião
1537
5848
160
1
A. kuhlmannii Krapov. & W.C. Gregory
033871
V
13779
BRA-MT
Cáceres
1613
5723
1, 2
A. kuhlmannii Krapov. & W.C. Gregory
038571
V
14691
BRA-MT
Cáceres
1603
5741
1
A. kuhlmannii Krapov. & W.C. Gregory
012645
V
6380
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1501
5956
195
1
A. lignosa (Chodat & Hassl.) Krapov. & W. C. Gregory
032808
V
13570
BRA-MS
Porto Murtinho
2132
5749
120
1
32
Espécie
BRA
Coletores
Acesso
Origem
Município
Lat
Long
Alt
Uso
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
036871
KGSSc
30097-o
Bolívia
San Ignacio de Velasco
1622
6058
370
1, 2
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
012718
VSGr
6396
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1530
6006
210
1
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
034011
VSPmSv
13765
BRA-MT
Cáceres
1548
5823
150
1, 2, 3
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
034011
VOfSv
14707
BRA-MT
Cáceres
1548
5823
150
1
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
033804
VSPmSv
13748
BRA-MT
Porto Esperidião
1616
5924
400
1, 3
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
033812
VSPmSv
13751
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1616
5927
430
1
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
033847
VSPmSv
13761
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1521
6004
380
1, 2
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
036218
VSPmSv
13761-C
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1521
6004
380
1
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
036285
VSPmSv
13761-Y
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1521
6004
380
1
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
033839
V
14724
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1519
6003
390
1, 2, 3
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
033847
V
14727
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1521
6004
380
1, 3
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
038741
VOfSv
14744
BRA-MT
Vila Bela S. Trindade
1528
6007
330
1
A. magna Krapov., W.C. Gregory & C.E. Simpson
038750
VOfSv
14750
BRA-MT
Pontes e Lacerda
1554
5931
320
1, 3
A. matiensis Krapov., W. C. Gregory & C. E. Simpson
036943
V
13718
BRA-MT
Porto Espiridião
1607
5825
260
1, 2
A. microsperma Krapov., W.C. Gregory & Valls
017655
V
13545
BRA-MS
Bela Vista
2206
5631
180
1, 2
A. monticola Krapov. & Rigoni
SeSNHoCH
2775
Argentina
Lozano
1, 2
A. palustris Krapov., W.C. Gregory & Valls
036161
V
14156
BRA-TO
Miracema do Tocantins
927
4834
290
1
A. palustris Krapov., W.C. Gregory & Valls
030058
VPmSv
13023
BRA-TO
Filadélfia
725
4737
200
1, 2
A. paraguariensis Chodat & Hassl. Subsp. Paraguariensis
017621
VRGeSv
7677
BRA-MS
Bela Vista
2208
5644
220
1, 2
A. pflugeae C.E. Simpson, Krapov. & Valls
032875
VPzMW
14050
BRA-MS
Porto Murtinho
2144
5725
270
1
A. praecox Krapov., W.C. Gregory & Valls
012726
V
6416=14777
BRA-MT
Cáceres
1539
5715
215
1
A. schininii Krapov., Valls & C. E. Simpson
022926
V
9923
Paraguai
Bella Vista/Amambay
2223
5624
200
1, 2
A. simpsonii
033731
V
13728
Bolívia
San Matias
1619
5826
240
1, 2
A. stenophylla Krapov. & W.C. Gregory
034801
V
14026
BRA-MS
Caracol
2143
5700
480
1
A. stenosperma Krapov. & W.C. Gregory
024830
VSv
10309
BRA-MT
Rondonópolis
1628
5439
215
1, 2
A. stenosperma Krapov. & W.C. Gregory
034118
SvPzSz
3042
BRA-MT
Guiratinga/Est. de V. Rico
1623
5401
330
1
A. stenosperma Krapov. & W.C. Gregory
032476
VSStGdW
7805-AR
BRA-MT
São Félix do Araguaia
1138
5048
240
1
A. stenosperma Krapov. & W.C. Gregory
033511
WPz
421
BRA-TO
Alvorada/Rio Pau Seco
1236
4920
310
1
A. stenosperma Krapov. & W.C. Gregory
020389
VKSSv
9017
BRA-PR
S. Antonio do Leverger
1543
5542
170
1
A. stenosperma Krapov. & W.C. Gregory
037486
VCrSv
14455
BRA-MT
Paranaguá/Vila Portuária
2530
4831
5
1
A. valida Krapov. & W.C. Gregory
022667
VPoBi
9153
BRA-MS
Corumbá
1911
5729
100
1, 3
33
Espécie
BRA
Coletores
Acesso
Origem
Município
Lat
Long
Alt
Uso
A. valida Krapov. & W.C. Gregory
022675
VPoBi
9157
BRA-MS
Corumbá
1910
5726
90
1
A. valida Krapov. & W.C. Gregory
032620
VPzRcSgSv
13514
BRA-MS
Corumbá
1907
5732
90
1, 2, 3
A. valida Krapov. & W.C. Gregory
032646
VPzRcSgSv
13516
BRA-MS
Corumbá
1904
5729
70
1
A. valida Krapov. & W.C. Gregory
040410
VS
15096
BRA-MS
Corumbá
1918
5736
1
A. vallsii Krapov. & W.C. Gregory
017493
VRGeSv
7635
BRA-MS
Miranda
2007
5642
150
1, 2
A. vallsii Krapov. & W.C. Gregory
032638
V
13515
BRA-MS
Corumbá
1907
5732
90
1
A. villosa Benth
037125
VMiIrLbGvAn
14309
BRA-RS
Uruguaiana
2947
5713
1, 2
A. williamsii Krapov. & W.C. Gregory
036897
WiDc
1118
Bolívia
Trinidad (Universidad)
1448
6452
1, 2
Abreviatura dos coletores: An= A. Carneiro; B= D. J. Banks; Bi= L. B. Bianchetti; C= C. L. Cristóbal; Cr= C. M. Castro; Dc= D. Claure; Ev= A.
Echeverry; G= W. C. Gregory; Ga= M. l. Galgaro; Gd= I. J. Godoy; Ge= M. A. N. Garin; Gr= A. Gripp; Gv=F. R. Galvani; H= R. O. Hammons; Ho=
D. Hojsgaard; Ir=B. E. Irgang; J= J. Jank; K= A. Krapovicas; Lb= L. R. M. Baptista; M= J. P. Moss;Mf= Manfredi; Mi= S. T. S. Miotto; Mm= M.
Moraes; SN= V. Sólis-Neffa; Nv=L. Novara; Of= F. O. Freitas; P= J. R. Pietrarelli; Pm= R. N. Pittman; Po= A. Pott; Pz= E. A. Pizarro; R= V. R.
Rao; Rc= R. C. Oliveira; Ro= D. M. S. Rocha; S= C. E. Simpson; Sc= A. Schinini; Se= G. J. Seijo; Sg= A. K. Singh; St= H. T. Salker; Sv= G. P.
Silva; Sz= R. Schultze-Kraft; V= J. F. M. Valls; Vg=R. F. A. Veiga; Vp=V. J. Pott; W= W. L. Werneck; Wi= D. E. Williams.
1- acessos analisados molecularmente por microsatélites - SSR.
2- acessos envolvidos nos cruzamentos.
3- acessos analisados por hibridização in situ por fluorescência - FISH.
34
5- MÉTODOS
5.1- CONDUÇÃO DOS EXPERIMENTOS
Os experimentos foram conduzidos durante os anos de 2006-2008 na
Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia (CENARGEN), Brasília, DF.
5.2- GERMINAÇÃO DOS ACESSOS
A germinação das sementes foi realizada sob condições de laboratório, em
Câmara de Germinação TE – 40L/Tecnal a 25°C, com fotoperíodo de 10 horas de
luz e 14 horas de escuro. As sementes antigas foram previamente tratadas com
fungicida bissulfeto de tetrametiltiuram, na concentração de 1:5 (v/v) para evitar o
crescimento de fungos que podem inviabilizar o desenvolvimento das plântulas.
Logo a seguir foram, envolvidas em papel germiteste umedecido em solução de
Ethephon (ácido 2-cloroetil fosfônico) 0,3%, para que ocorra a quebra de
dormência das sementes e, mantidas no germinador.
Após a germinação, as plântulas foram transportadas para telado e
transplantadas para copos plásticos com vermiculita ou em solo previamente
preparado como substrato, numa proporção (3:1), três medidas de argila para uma
de areia.
As plântulas foram mantidas nessas condições até atingirem maior
desenvolvimento e vigor para serem plantadas em floreiras definitivas com
120x15x15 cm.
35
5.3- DELINEAMENTO DOS CRUZAMENTOS
Nos cruzamentos realizados no período de 2006/2008, a genitora foi A.
gregoryi, acesso VS 14957. Durante o primeiro ciclo de cruzamentos, entre
dezembro de 2006 a maio de 2007, foram realizadas 22 diferentes combinações e,
no segundo ciclo, entre dezembro de 2007 a abril de 2008, 24 combinações de
cruzamentos. A tabela 3 apresenta os acessos, as espécies envolvidas nos dois
ciclos de cruzamento e, os respectivos genomas que representam essas espécies.
Cada um dos 46 cruzamentos foi realizado em vasos individuais. Em cada
vaso de cruzamento as hibridações foram realizadas a partir do momento e até o
final do período em que ambos os genitores estavam no seu período fértil, neste
caso, produzindo flores.
O arranjo experimental dos genitores foi delineado de forma que em cada
umas das quatro bancadas foram dispostos de 10 a 12 floreiras. Em duas dessas
bancadas foram dispostos os vasos com os genitores femininos e nas outras duas
os genitores masculinos.
Cada floreira da genitora recebeu duas etiquetas. Uma identificando o
acesso da planta mãe e a outra identificando os genitores envolvidos no
cruzamento.
Cada floreira do genitor masculino foi composta de duas plantas
pertencentes ao mesmo acesso. Apenas uma das plantas foi à fornecedora de
pólen. A outra planta foi mantida como cópia de segurança, caso o primeiro
genitor masculino usado apresentasse algum problema como morte, finalização do
período de produção flores ou ataque severo de pragas.
36
Tabela 3: Ciclos de cruzamentos realizados entre os anos de 2006/2007 e
2007/2008. Lista dos acessos, espécies e o genoma dos genitores envolvidos nos
dois ciclos de hibridação.
Ano 2006/2007
V 14957 x
Espécie polinizadora
Genoma
K 30076
A. ipaënsis
B ipae
V 14753
A. gregoryi
B ipae
V 14767
A. gregoryi
B ipae
V14962
A. gregoryi
B ipae
V 13761
A. magna
B ipae
V 13765
A. magna
B ipae
V 14724
A. magna
B ipae
K 30097
A. magna
B ipae
Wi 1118
A. williamsii
B ipae
V 13514
A. valida
B ipae
V 7635
A. vallsii
B vall
K 9484
A. batizocoi
B bati
Wi 1302-2
A. cruziana
B bati
Wi 1291
A. krapovickasii
B bati
K 30006
A. hoehnei
B hoeh
V9094
A. hoehnei
B hoeh
V 9923
A. schininii
A
V 10309
A. stenosperma
A
V 14309
A. villosa
A
Vp 5000
A. diogoi
A
V14167
A. duranensis
A
V 13738
A. glandulifera
D
Ano 2007/2008
K 30076
A. ipaënsis
B ipae
V 13985
A. hoehnei
B hoeh
K 35005
A. benensis
B bene
V 7635
A. vallsii
B vall
V 12549
A. hypogaea "tipo Xingu"
2n=40
Mf 1678
A. hypogaea var. aequatoriana
2n=40
cv Tatu
A. hypogaea var. fastigiata
2n=40
Mf 1538
A. hypogaea var. hirsuta
2n=40
V 12548
A. hypogaea var. hypogaea
2n=40
Mf 1560
A. hypogaea var. peruviana
2n=40
cv Tatuí
A. hypogaea var. vulgaris
2n=40
Sj 2775
A. monticola
2n=40
V 14165
A. monticola
2n=40
V 13023
A. palustris
2n=18
Vp 5000
A. diogoi
A
V 14167
A. duranensis
A
V 6325
A. helodes
A
V 13779
A. kuhlmannii
A
V 13250
A. kempff-mercadoi
A
V 14042
A. microsperma
A
V 9923
A. schininii
A
V 13728
A. simpsonii
A
V 10309
A. stenosperma
A
V7677
A. paraguariensis
EREC
37
5.3.1- TÉCNICA DE CRUZAMENTOS
Os cruzamentos foram conduzidos em condições de casa de vegetação.
A técnica de polinização em amendoim consiste na emasculação das flores
dos genitores femininos ainda na fase de botão, entre 16 e 19 horas. Durante a
emasculação, as peças da corola são cuidadosamente afastadas até a exposição
dos estames, que são retirados com o auxílio de uma pinça. Logo a seguir, as
peças são recolocadas na posição original. Na manhã do dia seguinte à
emasculação, procede-se à polinização das flores emasculadas, entre 7 e 10
horas, utilizando-se os grãos de pólen dos genitores masculinos selecionados.
Os grãos de pólen coletados no momento da polinização são transferidos
do genitor masculino para o estigma do genitor feminino com o auxílio de uma
pinça. A pinça utilizada para a polinização foi mergulhada e agitada em álcool e,
depois seca com o auxílio de um papel toalha, para que eventuais grãos de pólen
de um cruzamento não contaminem o cruzamento seguinte.
Para maior sucesso da polinização, foi utilizado um borrifador manual, para
aspergir água sobre os estigmas, antes de proceder à polinização. Desta maneira,
é possível maior aderência dos grãos de pólen, ou mesmo de toda a antera, sobre
os estigmas e, também, a manutenção destas estruturas no local desejado.
Mesmo passados alguns dias após a polinização, ainda é possível visualizar a
presença da parte masculina transportadas artificialmente durante a polinização
controlada.
As flores polinizadas artificialmente foram identificação com um cordão azul
e etiqueta contendo a data da polinização e estas foram mantidas presas à planta
mãe com o auxílio de uma mini presilha de cabelo (“piranhazinha”). Com a
confirmação do sucesso da polinização, o cordão azul foi trocado por um de cor
laranja, mantendo-se a etiqueta da data de polinização, facilitando deste modo a
visualização dos cruzamentos bem sucedidos e de seus respectivos “pegs”.
Para cada cruzamento foi calculada a porcentagem de sucesso da
hibridação, dividindo o número de híbridos produzidos pelo número de
38
polinizações realizadas e, multiplicando o resultado por 100, como mostrado pela
fórmula abaixo:
Os “pegs” obtidos foram monitorados diariamente, até que a planta mãe
terminasse seu ciclo e/ou os pegs se desprendessem da planta-mãe. As sementes
que germinaram nos vasos tiveram suas plântulas, cuidadosamente retiradas da
floreira e transplantadas para copos plásticos até seu melhor desenvolvimento. Os
frutos colhidos foram colocados para germinar para se obter a geração F
1
dos
híbridos, usando a mesma técnica descrita anteriormente, porém sem a
necessidade de colocar uma solução estimuladora da quebra de dormência.
5.4- ANÁLISE DA VIABILIDADE DO GRÃO-DE-PÓLEN POR COLORAÇÃO E
GERMINAÇÃO
A análise da viabilidade do grão-de-pólen por coloração foi iniciada pela
coleta, ao acaso, de oito flores por tipo de cruzamento diferente. Fez-se a
maceração das anteras em uma lâmina e coloração dos grãos-de-pólen com
carmim acético 2% com glicerina e cobertura da lâmina com uma lamínula. A
contagem ocorreu a partir de trinta minutos após a coloração. De cada flor, foram
contadas cinco repetições de 100 grãos-de-pólen, totalizando 500 grãos-de-pólen
por flor.
Calculou-se a média dos grãos-de-pólen corados por flor, expressando-se o
resultado em porcentagem de viabilidade estimada.
A germinação do grão-de-pólen é uma técnica direta de identificação da
viabilidade do grão-de-pólen. O protocolo, desenvolvido segundo Niles &
% de sucesso= (número de híbridos/número de polinizações) x 100
39
Quesenverry, (1992), com pequenas modificações, consistiu no preparo de uma
solução básica para meio 11 (10 mg de H
3
BO
3
, 30 mg de Ca (NO
3
)
4
H
2
O, 20 mg
de MgSO
4
+ 7 H
2
O, 10 ml KNO
3
, completar para 100 ml de água), com posterior
adição de 1,5 g de sacarose a cada 10 ml de solução básica no momento de
preparo das lâminas.
Sobre uma lâmina, colocou-se uma gota da solução e adicionaram-se os
grãos-de-pólen. As lâminas com os grãos-de-pólen ficaram acondicionadas em
uma câmara úmida por até 2 horas. Após esse período, colocou-se uma lamínula
sobre a solução e foi contado, ao microscópio, o número de tubos polínicos com
tamanho maior que o próprio grão-de-pólen, em relação ao número total de grãos-
de-pólen observados na lâmina, expressando-se o resultado em percentagem.
5.5- RESGATE DE EMBRIÕES DOS HÍBRIDOS
Devido à necessidade de manter certos híbridos no cultivo in vitro, alguns
materiais foram submetidos à técnica de resgate de embriões. O procedimento foi
realizado no Laboratório de Cultura de Tecidos da Embrapa Hortaliças (CNPH)
localizado em Brasília.
Para a desinfecção das sementes e plântulas foi preparada uma solução de
hipoclorito de sódio 0,4%. Para cada 100 ml de solução foi utilizado 20 ml de
hipoclorito de sódio e três gotas de Twenn 20 e o pH ajustado em 7,0.
As sementes foram envolvidas em gaze e inseridas em tubos de ensaio,
identificados com o acesso correspondente e, mergulhadas na solução de
hipoclorito de sódio durante 15 minutos. Após esse período o material foi lavado
por três (03) vezes com água destilada.
No interior da câmara de fluxo laminar, com o auxílio de pinças e bisturi, as
sementes foram retiradas dos frutos e, a seguir, os embriões retirados do interior
dos cotilédones foram alocados num tubo de ensaio, previamente preparado com
meio de BA 0,25. Os tubos de ensaios, com o material inoculado, estão sendo
40
mantidos em sala ambiente com fotoperíodo de 16 horas de luz e 08 horas de
escuro, com temperatura entre 25-27ºC.
5.6- ANÁLISE MOLECULAR
O grau de diversidade entre os distintos acessos disponíveis de cada
espécie em cruzamento foi estimado por meio de marcadores microssatélites.
Foram analisados 96 acessos pertencentes ao gênero Arachis, assinalados na
tabela 1, através de 30 iniciadores SSRs (Simple Sequence Repeats),
desenvolvidos para A. hypogaea, marcados com diferentes fluorescências.
O DNA genômico total foi extraído de folíolos jovens, seguindo o protocolo
descrito por Ferreira & Grattapaglia (1996), com pequenas adaptações. Para a
extração os microtubos de 2 ml com fundo cônico foram identificados de acordo
com o acesso e, em cada um deles foi colocada uma conta de cerâmica (“bead”)
cilíndrica, as folhas frescas, aproximadamente, um ou dois folíolos e outra conta
de cerâmica redonda. Nesta fase, caso necessário, os tubos com o material
coletado, podem ser armazenados em freezer –20°C para posterior análise.
Em cada um dos microtubos foi adicionado 800μl de tampão CTAB 2x +
mercaptoetanol 1%. O tubo com o tampão foi mantido aquecido dentro de um
vasilhame com água a 65°C. As amostras foram trituradas por 2 ou 4x de 20", em
triturador FAST PREP
TM
FP120/BIO 101 Savant. As amostras trituradas foram
mantidas em banho-maria por, aproximadamente, 30-60' a 65°C. A cada 10' os
microtubos foram invertidos, para que o tampão agisse sobre toda a amostra
triturada. Após este período as amostras foram resfriadas em temperatura
ambiente.
Em cada um dos microtubos foram adicionados 600 μl de CIA (clorofórmio-
álcoolisoamilíco 24:1). As amostras foram suavemente invertidas como descrito na
etapa anterior, por aproximadamente, 20 vezes ou durante 5 minutos. Após esta
etapa, as amostras foram centrifugadas por 10' a 11,000 RPM.
41
De cada uma das amostras foram retiradas 3 alíquotas de 180 μl do
sobrenadante e transferidas para o outro microtubo de 1,5ml correspondente da
amostra que foi identificado na primeira etapa. Ter o cuidado de, ao pipetar o
sobrenadante, não puxar os demais componentes que foram separados durante a
centrifugação. Em cada um desses microtubos foram adicionados 500 μl de
isopropanol e as amostras foram invertertidas suavemente para que ocorresse a
formação do “pellet” de DNA. Durante essa etapa o tubo de isopropanol deve ser
mantido em uma vasilha com gelo.
Deixar as amostras por no mínimo 30' no freezer a –20ºC. Centrifugar
novamente o material por 15' a 11,000 RPM e, descartar o sobrenadante tomando
o cuidado de manter o pellet de DNA do interior dos microtubos. O pellet de DNA
foi lavado por duas vezes com 600 μl de etanol 70%. O etanol foi descartado e os
microtubos com o pellet de DNA ficaram secando overnight. Os microtubos
ficaram na posição horizontal para que não ocorresse a perda do pellet.
No dia seguinte, foram adicionados em cada um dos microtubos 100 μl de
TE/RNAase para eluição dos pellets. Os microtubos foram mantidos overnight na
geladeira, de modo que ocorresse a digestão das RNAses. No dia seguinte os
microtubos foram agitados para proceder a quantificação.
A quantificação do DNA foi estimada por eletroforese em gel de agarose a
1% de concentração utilizando o aparelho de eletroforese Gibco BRL Horizontal
Gel Eletrophoresis Apparatus Life Tecnologies
TM
Horizon 58 ligado numa
voltagem de aproximadamente 69 miliampéres durante 20 minutos. A visualização
do gel foi realizada pelo Eagle Eyes, comparando-se as intensidades de
fluorescência de cada amostra corada com brometo de etídio com diferentes
padrões de DNA Lambda.
As reações de PCR foram preparadas num volume final de 6 μl, sendo 4 μl
do mix e 2 μl do DNA (tabela 4).
42
Tabela 4: Quantidade dos reagentes utilizados para a realização das PCRs
Reagentes
Quantidades
H2O
1,0 μl
BSA (2,5mg/ml)
1,2 μl
Tampão (com Mg)
0,5 μl
dNTP (2,5 mM)
1,0 μl
Primer (10 μm)
0,1 μl
Taq (5 u/μl)
0,2 μl
DNA
2,0 μl
O programa de amplificação (tabela 5) foi realizado em termociclador.
Dependendo do primer utilizado a temperatura do programa de amplificação foi
adaptada.
Tabela 5: Temperaturas utilizadas durante a amplificação das reações de PCR.
Temperatura
Tempo
94°
5'
94°
1'
58°*
1'
72°
1'
72°
1'
*temperatura variável de acordo com o primer
A detecção alélica foi realizada em seqüenciador automático de DNA
ABI377 em sistema de locos multiplex.
Foram utilizados 12 sistemas multiplex, montados pelo programa
MULTIPLEXER 4.0, desenvolvido pelo Dr. Alexandre Siqueira Guedes Coelho, da
30x
43
Universidade Federal de Goiás. Cada multiplex foi composto por dois (duplex),
três (triplex) ou quatro (tetraplex) marcadores, de acordo com a fluorescência,
número de pares de bases dos alelos e a temperatura de anelamento (tabela 6).
O padrão de bandas nos géis de eletroforese foi analisado pelo programas
GeneScan e Genotyper. A distância genética entre cada par de acessos foi
calculada a partir do comprimento dos alelos em pares de base de cada acesso,
utilizando o coeficiente de Rogers modificado por Wright (1978) e o programa
“bood”, desenvolvido pelo Dr Alexandre Coelho, da Universidade Federal de
Goiás. A matriz de distância resultante foi submetida a análise de agrupamento
usando UPGMA (“unweighted pair-group method analysis”). A consistência dos
agrupamentos obtidos a partir dos dados de distância genética foi comparado com
a matriz cofenética, gerada pelo programa MXCOMP, usando o programa NTSYS,
versão 2.1 (Rohlf, 2000).
Para cada um dos 30 marcadores analisados, em 96 amostras, foi estimado
o número médio de alelos e de genótipos por loco, a heterozigosidade observada
(H
0
) e esperada (H
e
) e o polimorfismo usando o conteúdo informativo de
polimorfismo (PIC), utilizando o programa PowerMarker V 3.25 (Liu & Muse,
2005).
44
Tabela 6: Sistemas multiplex, primers marcados e suas respectivas
fluorescências, tamanho em pares de base, temperatura de amplificação e os
produtos que foram amplificados e analisados.
Multiplex
Primer
Fluorescência
Tamanho (pb)
Temperatura (°C )
Analisado
1
TC3E02
Azul
270-310
58
x
AC2H11
Verde
230-270
58
x
TC7G10
Azul
110-142
58
x
2
TC7H11
Azul
340-360
58
x
RN2C06
Verde
190-220
58
x
TC6E01
Azul
154-186
58
x
3
TC7A02
Azul
308-320
58
x
GI-338
Verde
240-270
58
x
TC4F12
Azul
220-232
58
x
GI-832
Verde
200-210
56
x
4
TC11A02
Verde
284-292
58
x
TC6H03
Azul
210-228
58
x
RN22G07
Verde
180-210
58
x
5
TC9F10
Verde
286-320
56
x
TC1D02
Azul
242-278
56
x
GI-342
Verde
210-240
58
x
6
RNO-681
Verde
310-350
54
TC7E04
Azul
290-300
56
x
TC9F04
Verde
122-142
54
7
AC2B03
Verde
296-308
54
x
TC2B09
Azul
190-200
52
x
RI1F06
Verde
312-372
56
x
8
GI-1107
Verde
360-384
52
x
TC1A02
Azul
240-276
54
x
9
TC3H02
Azul
280-300
54
x
TC11A04
Verde
172-204
52
x
TC6G09
Azul
132-146
50
x
10
TC2A02
Azul
194-212
48
x
RNO-615
Verde
390-400
56
11
TC1E01
Azul
154-248
48
x
TC9C12
Verde
256-300
54
TC7C06
Azul
148-176
52
x
TC11H06
Verde
190-214
52
x
12
TC1A01
Azul
202-222
54
TC2D06
Azul
196-224
48
TC3E05
Azul
358-370
48
RN8C09
Verde
260-290
56
x
45
5.7- ANÁLISE CITOGENÉTICA
5.7.1- ANÁLISE MITÓTICA
Após a germinação das sementes, as raízes novas e pequenas, com até
1,5 cm, foram tratadas em solução de 8-hidroxiquinoleína 0,002 M, durante 2 a 3
horas a 20ºC, e fixadas em solução de Carnoy (etanol absoluto: ácido acético
glacial, 3:1, v/v), à temperatura ambiente, por 24 horas. Após a fixação das pontas
de raízes, estas passaram por hidrólise em HCl 1N por 10 minutos, a 60°C,
seguida, por três lavagens em água destilada. Para coloração, foi usada a técnica
de Feulgen, utilizando a solução corante denominada de reativo de Schiff, por
cerca de uma hora, à temperatura ambiente. As pontas das raízes foram
colocadas sobre uma lâmina com uma gota de carmim acético 2% e cobertas com
lamínula, que a seguir receberam uma leve pressão (Guerra, 2002).
As células que apresentaram os cromossomos metafásicos foram
fotografadas digitalmente com microscópio Axiophot.
5.7.2- ANÁLISE DE ACESSOS COM HIBRIDIZAÇÃO IN SITU POR
FLUORESCÊNCIA – FISH
A análise citogenética por FISH apresenta os mesmos passos iniciais
descritos para a análise mitótica, desde a coleta até a fixação do material. Os
materiais fixados podem ser mantidos a - 20°C até a análise.
O material fixado foi lavado duas vezes em água destilada e a seguir
digeridos numa solução de pectinase + celulase 2%, por 30 a 40 minutos, a 37°C.
Após a retirada da enzima, o material foi coberto com água destilada. As pontas
dos meristemas devem estar destacadas ou facilmente destacáveis do restante da
46
raiz. Com o auxílio de uma pipeta Pasteur, os meristemas foram sugados e
transferidos para uma lâmina de vidro que tenha sido previamente limpa, de modo
que não fique, sobre esta, nenhum resquício de poeira ou qualquer outro tipo de
material. O excesso de água foi retirado.
Sobre o meristema colocou-se uma gota de ácido acético e com o auxílio
de uma agulha fina as células foram suavemente separadas. Esta etapa foi
realizada com o auxílio de microscópio estereoscópio. O material foi, então,
coberto com uma lamínula e visualizado no microscópio. As lâminas que
apresentam mais de sete metáfases foram selecionadas tendo suas lamínulas
retiradas com gás dióxido de carbono. As lâminas foram secas em estufa a 37°C
podendo, após esta etapa, ser armazenadas a -20°C.
As lâminas foram aquecidas em chapa a 59°C, por 10 minutos, para que o
material fosse fixado e, a seguir esfriadas em temperatura ambiente. Sobre cada
lâmina foi colocado 100μL da solução de trabalho (900μL de solução de citrato de
sódio salino 2x (SSC 2x) e 9 μL de RNAse), cobertas com papel parafilm e
mantidas em câmara úmida escura por a 37°C por 1h. As lâminas foram lavadas
numa solução de citrato de sódio salino 2x (SSC 2x) por três vezes de 5 minutos
cada.
Foi preparada uma solução base para proteinase K com 2ml de TRIS + 2ml
de Cl
2
Mg + 96ml de água destilada, distribuídas em duas cubas de vidro, com
50ml cada e mantidas aquecidas a 37°C por 1h. Em uma das cubas foram
adicionados 10μL de proteinase K, na hora em que as lâminas foram lavadas
nessa solução.
As lâminas foram colocadas na cuba de vidro que não contivesse a
proteinase K por 5 minutos. A seguir, as lâminas foram transferidas para a cuba de
vidro com proteinase K, por 10 minutos.
Foram preparados então três soluções tampão:
1- PBS 1x (5ml de PBS 10x + 45ml de água destilada)
2- PBS + cloreto de magnésio (5ml de PBS 10x + 42,5ml de água destilada
+ 2,5ml de Cl
2
Mg)
47
3- PBS + formaldeído (5ml de PBS 10x + 43,75ml de água destilada + 1,25
μL). O formaldeído foi adicionado apenas na hora do uso do tampão.
As lâminas foram lavadas na solução tampão 1 por 5 minutos; na solução
tampão 2 por 5 minutos; na solução tampão 3 por 10 minutos e, novamente, na
solução tampão 1 por 5 minutos.
As lâminas foram desidratadas em solução de álcool etílico com
concentrações crescentes de 70%, 96% e 100%, permanecendo 2 minutos em
cada concentração e, a seguir, secaram a temperatura ambiente.
O mix de hibridização com DNA foi preparado com esperma de salmão +
formamida 60% + dibissulfato + SSC 2x + sondas.
Mix 1= 18+26S +DNA Biotina 4 μL
Mix 2= 5S + DNA Digoxigenina 4 μL
O mix foi desnaturado em termociclador a 75°C por 10 minutos e mantido a
4°C por 5 minutos.
As lâminas foram aquecidas na chapa a 59°C por 1 ou 2 minutos. Sobre
cada lâmina colocou-se 4,5μL do mix, cobrindo o material com uma lamínula. As
lamínulas foram seladas com cola translúcida para pneumáticos e colocadas na
chapa quente a 74°C por 10 minutos. As lâminas foram transferidas para a câmara
úmida escura e incubadas durante a noite a 37°C para que ocorresse a
hibridização.
No dia seguinte, a cola foi retirada. Para que as lamínulas caiam, as
lâminas foram ser mergulhadas numa solução de citrato de sódio salino 2x (SSC
2x). A seguir as lâminas foram passadas para uma cuba de vidro com formamida
mantida aquecida a 37°C, por 15 minutos e, depois, lavadas em SSC 2x por 15
minutos. Retirou-se o excesso de solução de citrato de sódio salino e, sobre cada,
lâmina adicionou-se 100μL da solução bloqueadora de BSA 3%.
Numa sala escura foram preparadas as soluções de anticorpos:
Anticorpo 1= 4μL anti DIG (mouse) + 4μL anti BIO (goat) + 135μL de BSA
Anticorpo 2= 4μL FITC (mouse) + 2,5μL TRICT (goat) + 135μL de BSA
Adicionou-se 15μL do anticorpo 1 sobre a lâmina, cobrindo-a com parafilm e
incubada em câmara úmida a 37°C por 1 hora. Após 1 hora as lâminas foram
48
lavadas por 3 vezes em solução de BSA 0,1% por 2 minutos cada. Adicionou-se
15μL do anticorpo 2 sobre a lâmina, cobriu-se com parafilm e incubou-se em
câmara úmida a 37°C por 1 hora. Após 1 hora as lâminas foram lavadas por 3
vezes em solução de BSA 0,1% por 2 minutos cada.
As lâminas foram lavadas em formaldeído por 5 minutos. As lâminas foram
desidratadas em solução de álcool etílico com concentrações crescentes de 70%,
96% e 100%, permanecendo 2 minutos em cada concentração e, a seguir,
secaram a temperatura ambiente por, aproximadamente, 2 horas.
Após essas etapas procedeu-se a hibridização com 4,5μL de DAPI sobre
cada lâmina, cobrindo-a com a lamínula, fazendo uma leve compressão da lâmina
entre duas folhas de papel toalha para que o excesso de DAPI fosse retirado. As
lamínulas foram seladas com cola translúcida para pneumáticos. Aguardou-se até
que a cola estivesse seca para armazenar em geladeira até o dia seguinte quando
se fez a análise e fotografia das lâminas em microscópio Leica DMRX
epifluorescente equipado com sistema de câmera digital Leica DC 500. As
imagens foram capturadas em vermelho, verde e azul usando filtros para TRICT,
FITC e DAPI. As imagens digitais foram montadas usando o software IM 1000
Leica e então importadas para o Photoshop, versão 7.0 (Adobe) para
processamento final.
49
6- RESULTADOS E DISCUSSÃO
6.1- ANÁLISE DA VIABILIDADE DO GRÃO-DE-PÓLEN DOS GENITORES POR
COLORAÇÃO E GERMINAÇÃO
Todos os genitores usados no processo de hibridização foram analisados
quanto à viabilidade do grão-de-pólen. Os resultados das análises da viabilidade
do grão de pólen por coloração e germinação estão expressas nas figuras 6 e 7,
respectivamente.
Figura 6: Porcentagem de viabilidade do grão-de-pólen de acessos silvestres de
Arachis pelo método indireto de coloração analisados durante o ano 2006/2007 (a)
e 2007/2008 (b).
Os resultados de coloração mostraram valores percentuais compreendidos
entre 46,75% para A. helodes V 6325 e 99,17% para A. magna K 30097. Todos os
demais acessos apresentaram valores superiores a 61,92%, apresentado por A.
kempff-mercadoi V 13250, sendo o valor médio de pólen corado de 87,78%.
As primeiras flores de A. helodes V 6325, apresentaram muitos grãos de
pólen mal formados e, conseqüentemente, não foram corados. Passadas algumas
semanas, os grãos de pólen produzidos, na sua maioria, já apresentavam melhor
formação, melhorando estatisticamente a relação entre grão de pólen bem e mal
0
20
40
60
80
100
120
K30076 a
K30097 a
V14724 a
V13765 a
V13761 a
V13514 a
K9484 a
Wi1302-2 a
Wi1291 a
V13738 a
K30006 a
Wi1118 a
V7635 a
V9923 a
V14167 a
V10309 a
V14309 a
V14753 a
V14767 a
V14962 a
Vp5000 a
V12548 b
V12549 b
Mf1538 b
Mf1678 b
Mf1560 b
cv Tatu b
cv Tatuí b
Se2775 b
V13023 b
V14167 b
V10309 b
V7635 b
V9923 b
V13728 b
V13985 b
K30076 b
V6325 b
V14042 b
K35005 b
V13779 b
Vp5000 b
V7677 b
V13250 b
V14165 b
%
Acessos
Pólen/Coloração
50
formado. Aparentemente, o acesso mostrou ser afetado pelas condições
ambientais em todo o período de hibridização, ou seja, em dias nublados ou frios,
o número de flores usadas para a polinização era maior do que em dias
ensolarados e quentes. Nesses dias, o pólen dificilmente se destacava das
anteras, sendo necessário, na maioria das vezes, depositarmos toda uma antera
sobre o estigma da genitora para proceder à polinização.
Os resultados de germinação mostraram valores percentuais variando entre
41,70% para A. helodes V 6325 e 88,00% para A. diogoi Vp 5000. Os demais
acessos apresentaram valores superiores a 41,92%, apresentado por A. kempff-
mercadoi V 13250, sendo o valor médio de pólen corado de 75,33%.
Figura 7: Porcentagem de viabilidade do grão-de-pólen de acessos silvestres de
Arachis pelo método direto de germinação analisados durante o ano 2006/2007 (a)
e 2007/2008 (b).
Para Stanley e Linskens (1974) nenhum método de viabilidade é
completamente satisfatório, pois os testes químicos usam corantes que reagem
com os constituintes químicos ou estruturas cujas presenças podem não refletir a
capacidade do grão de pólen germinar. Apesar dessa condição, a estimação da
viabilidade do pólen é importante para assegurar que os materiais envolvidos no
processo de cruzamento apresentem, teoricamente, a capacidade de desencadear
0
20
40
60
80
100
K30076 a
K30097 a
V14724 a
V13765 a
V13761 a
V13514 a
K9484 a
Wi1302- a
Wi1291 a
V13738 a
K30006 a
Wi1118 a
V7635 a
V9923 a
V14167 a
V10309 a
V14309 a
V14753 a
V14767 a
V14962 a
Vp5000 a
V12548 b
V12549 b
Mf1538 b
Mf1678 b
Mf1560 b
cv Tatu b
cv Tatuí b
Se2775 b
V13023 b
V14167 b
V10309 b
V7635 b
V9923 b
V13728 b
V13985 b
K30076 b
V6325 b
V14042 b
K35005 b
V13779 b
Vp5000 b
V7677 b
V13250 b
V14165 b
%
Acessos
Pólen/Germinação
51
o complexo processo reprodutivo, que envolve aspectos morfológicos, fisiológicos
e genéticos.
Segundo Einhardt et al. (2006), que comparou métodos para testar a
viabilidade de pólen em pessegueiro, para assegurar o sucesso de hibridizações
controladas é importante que o pólen a ser utilizado tenha boa viabilidade, com
valores superiores a 30%. Apesar de esse estudo ter sido realizado com uma
fruteira, a viabilidade do pólen encontrada nas espécies silvestres de Arachis,
apresentou porcentagem superior ao valor mínimo esperado para a ocorrência de
fecundação.
Os trabalhos que tratam dos aspectos reprodutivos das espécies de Arachis
são relativos, em sua maioria, a A. hypogaea ou àquelas espécies que estão
envolvidas com sua origem.
Com o auxílio da microscopia eletrônica Pen et al., (1987) identificou a
presença de três grupos taxonômicos de pólen em A. hypogaea.
Trabalhando com as espécies tetraplóides A. hypogaea, A. monticola e A
glabrata, Raman (1965) relatou que estas apresentavam, em média, os maiores
grãos de pólen e que não houve diferenças significativas no tamanho de pólen
entre as espécies diplóides.
Em um estudo específico sobre a morfologia e a germinação do pólen entre
espécies de Arachis, Chabdran & Pandya (2003) procuraram encontrar uma
relação entre as espécies silvestres e a cultivada A. hypogaea, porém não foi
possível estabelecer clara distinção entre as espécies, quanto à morfologia do
pólen. Esses autores também relataram que a taxa de crescimento do tubo
polínico mostrou-se muito variável entre as espécies e genótipos, podendo isso
ser um indicativo de incompatibilidade entre eles.
Apesar de poucos resultados conclusivos na literatura, quanto ao
comportamento reprodutivo das espécies silvestres de Arachis, o uso das
estimativas de viabilidade de pólen constitui uma ferramenta importante para
mensurar a qualidade dos materiais envolvidos nos cruzamentos.
Comparando-se as técnicas de coloração e germinação, a diferença de
valores de 10 a 20% entre elas é considerada comum e, devem-se mais a
52
diferença de superestimação no método indireto (coloração) e de subestimação no
método direto (germinação), dos grãos de pólen viáveis (Galetta, 1983).
Mesmo alguns acessos tendo apresentado valores baixos em alguns
períodos dos cruzamentos, todos os demais mostraram alta viabilidade dos grãos
de pólen, o que significa que os acessos utilizados como genitor paterno estavam
aptos para fecundar as flores dos acessos utilizados como genitor feminino.
6.2- HIBRIDAÇÃO
A primeira estação de cruzamentos teve início em outubro de 2006 com a
germinação dos genitores. Foram obtidas 22 plantas do genitor feminino A.
gregoryi, acesso V 14957, e 22 diferentes genitores masculinos A. batizocoi K
9484; A. cruziana Wi 1302-2; A. diogoi Vp 5000; A. duranensis V 14167; A.
gregoryi V 14753, V 14767 e V 14962; A. glandulifera V 13738; A. hoehnei K
30006; V 9094; A. ipaënsis K 30076; A. krapovickasii Wi 1291; A. magna V 13761;
V 13765; V 14724; K 30097; A. schininii V 9923; A. stenosperma V 10309; A.
valida V 13514; A. vallsii V 7635; A. villosa V 14309; A. williamsii Wi 1118. O
término do período reprodutivo foi em maio de 2007 (Figura 8 A e B).
A segunda estação iniciou em setembro de 2007, com a germinação dos
genitores. Foram utilizadas 24 plantas do genitor feminino A. gregoryi, acesso V
14957, e 24 diferentes genitores masculinos A. benensis K 35005; A. diogoi Vp
5000; A. duranensis V 14167; A. helodes V 6325; A. hoehnei V 13985; A.
kuhlmannii V 13779; A. ipaënsis K 30076; A. kempff-mercadoi V 13250; A.
hypogaea "tipo Xingu" V 12549; A. hypogaea var. aequatoriana Mf 1678; A.
hypogaea var. fastigiata cv Tatu; A. hypogaea var. hirsuta Mf 1538; A. hypogaea
var. hypogaea V 12548; A. hypogaea var. peruviana Mf 1560; A. hypogaea var.
vulgaris cv Tatuí; A. monticola Sj 2775 e V 14165; A. microsperma V 14042; A.
palustris V 13023; A. schininii V 9923; A. simpsonii V 13728; A. stenosperma V
53
10309; A. vallsii V 7635 além de A. paraguariensis V 7677, esta última espécie da
secção Erectoides. O término do período reprodutivo ocorreu em abril de 2008.
Figura 8: A) Floreiras com a genitora Arachis gregoryi V 14957 no início da
estação de hibridação. B) Floreiras com a genitora Arachis gregoryi V 14957 dois
meses após o início da estação de hibridação.
Em ambos os períodos reprodutivos, os genitores masculinos estiveram
presentes em duplicata (Figura 9 A e B). Porém, apenas uma das plantas foi
usada como doador de pólen. A existência de uma segunda planta no vaso serviu
como um “back-up”, caso algum problema de praga e/ou a falta de flores
ocorresse na planta escolhida como doadora. Houve o cuidado de sempre colher
flores apenas do primeiro doador. Em nenhuma linha de cruzamento foi
necessário usar o segundo doador para a conclusão dos cruzamentos.
A
B
A
54
Figura 9: A) Floreiras com os genitores masculinos no início da estação de
hibridação. B) Floreiras com os genitores masculinos dois meses após o início da
estação de hibridação.
Essencialmente, no primeiro ano de cruzamento foram feitas hibridações
com acessos de diferentes espécies, mas associados ao mesmo genoma provável
de A. gregoryi (B). Também foi incluído o representante do genoma D, A.
glandulifera V 13738 e quatro acessos associados ao genoma A. Alguns desses
acessos foram repetidos no segundo ano de cruzamentos, devido a problemas com
um dos genitores. Às vezes, não houve bom desenvolvimento do genitor feminino,
como nos cruzamentos com A. diogoi Vp 5000, A. stenosperma V 10309 e A. vallsii
V 7635, ou devido à baixa produção de frutos, provavelmente híbridos, como
ocorreu nos cruzamentos com A. schininii V 9923 e A. ipaënsis K 30076.
No segundo ano foram cruzados com A. gregoryi os representantes das seis
variedades botânicas de A. hypogaea, mais o do tipo Xingu, dois acessos de A.
monticola, que apresenta 2n=4x=40 cromossomos, nove representantes do
genoma A; quatro acessos associados ao genoma B, um acesso com 2n=2x=18
cromossomos e um representante da secção Erectoides.
A
B
55
Foram feitas 1368 polinizações no primeiro ano – 2006/2007 - 1799 no
segundo ano – 2007/2008 - totalizando 3167 polinizações realizadas (Figura 10).
Figura 10: Flor da genitora Arachis gregoryi V 14957 emasculada e
polinizada artificialmente.
O percentual de polinizações em cada cruzamento foi muito variável de
acordo com o número e a qualidade das flores que os genitores femininos e
masculinos apresentavam (Figuras 11 e 12). No primeiro ano do programa, não foi
possível fazer cruzamentos entre A. gregoryi V 14957 x A. hoehnei V 9094, pois
não houve sincronia de florescimento entre os genitores. Já com o outro acesso de
A. hoehnei, K 30006, foi realizado o maior número de polinizações 155. No
segundo ano os cruzamentos que tiveram menor e maior número de polinizações
foram respectivamente A. gregoryi V 14957 x A. ipaënsis K 30076 com quatro e A.
gregoryi V 14957 x A. stenosperma V 10309, com 135 polinizações.
56
Figura 11: Número de polinizações realizadas entre os acessos durante o primeiro
ano de cruzamentos nos anos 2006/2007
Figura 12: Número de polinizações realizadas entre os acessos durante o segundo
ano de cruzamentos 2007/2008.*Cruzamento duplicado
O controle da polinização foi realizado com a identificação da flor polinizada
com uma linha azul, à qual estava presa uma etiqueta da data de realização do
cruzamento (Figura 13).
P oliniz aç ões 2006/2007
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
V 1495 7xV 94 84
V 1495 7xWi 1302-2
V 1499 57xVP 5000
V 1495 7xV 14 167
V 1495 7xV 14 753
V 1495 7xV 14 767
V 1495 7xV 14 962
V 1495 7xV 13 738
V 1495 7xK G 30006
V 1495 7xV 90 94
V 1495 7xK G 30076
V 1495 7xWi1291
V 1495 7xV 13 761
V 1495 7xV 13 765
V 1495 7xV 14 724
V 1495 7xK G 30097
V 1495 7xV 99 23
V 1495 7xV 10 309
V 1495 7xV 13 514
V 1495 7xV 76 35
V 1495 7xV 14 309
V 1495 7xWi1118
Ace ssos
Núm ero de poliniz aç ões
P oliniz aç ões 2007/2008
0
20
40
60
80
100
120
140
160
V 1495 7xK G 35005
V 1495 7xV P 5000
V 1495 7xV 14167
V 1495 7xV 6325
V 1495 7xV 13985
V 1495 7xV 13779
V 1495 7xK G 30076
V 1495 7xK G 30076*
V 1495 7xK G 30076*
V 1495 7xV 13250
V 1495 7xV 12549
V 1495 7xMf1678
V 1495 7xc v Tatu
V 1495 7xMf1538
V 1495 7xV 12548
V 1495 7xMf1560
V 1495 7xc v Tatuí
V 1495 7xS j2775
V 1495 7xV 14165
V 1495 7xV 14042
V 1495 7xV 13023
V 1495 7xV 7677
V 1495 7xV 9923
V 1495 7xV 13728
V 1495 7xV 10309
V 1495 7xV 7635
Ace ssos
Núm ero de poliniz aç ões
57
Figura 13: Flores da genitora Arachis gregoryi V 14957 polinizadas artificialmente,
etiquetadas e marcadas com um cordão.
Após, aproximadamente, duas semanas era possível saber se houve ou não
sucesso da hibridação, pela ocorrência da formação do “peg”. A certeza da
polinização pode ser confirmada pelo surgimento do “peg” saindo justamente nas
flores previamente marcadas com o cordão azul (Figura 14).
Em caso positivo, o cordão azul era trocado por outro de cor dourada,
mantendo a etiqueta da data. Desta maneira ficava fácil à localização dos “pegs”,
sua quantificação e, também, o cuidado especial com esta região (Figura 15).
As 3167 polinizações resultaram na produção de 862 plantas e 153 híbridos
confirmados. A grande diferença entre o número de plantas produzidas e o número
de híbridos obtidos é justificada pelo grande número de indivíduos que morreram
ainda na fase juvenil, não sendo possível confirmar se o material era ou não de
origem híbrida. Portanto, o número de 153 híbridos reflete os materiais que
sobreviveram e cujo caráter híbrido foi confirmado por marcadores morfológicos ou
citogenéticos. A tabela 7 resume os resultados das hibridações realizadas durante
as duas estações de cruzamentos.
58
Figura 14: Surgimento do “peg” na base da flor da genitora Arachis gregoryi V
14957 que foi polinizada artificialmente.
Figura 15: Marcação diferencial do “peg” da genitora Arachis gregoryi V 14957
polinizada artificialmente.
O genitor feminino A. gregoryi acesso V 14957 mostrou ser um material com
ampla plasticidade, pois foi possível a polinização e a conseqüente formação de
59
frutos com todos os representantes com que foi cruzado, envolvendo genomas,
ploidias e secções distintas. Tendo em vista a demonstração por Silva & Fávero,
(2006) da possibilidade de poliploidização do híbrido diplóide entre A. gregoryi x A.
linearifolia e do cruzamento do anfidiplóide resultante com A. hypogaea, estima-se
que A. gregoryi possa ser utilizada como uma espécie-ponte muito eficiente para a
introgressão de genes oriundos das espécies silvestres para o amendoim cultivado.
Seguramente o acesso V 14957, procedente de área muito próxima daquele
utilizado por Fávero (2004), tem grande potencial. As primeiras tentativas de cruzar
A. gregoryi com outras espécies do gênero foram realizadas pelo Dr Charles E.
Simpson/Texas A&M University (Simpson & Valls, 2006). Apesar dos acessos
serem diferentes daqueles usados neste trabalho, os resultados de ambas as
pesquisas confirmam o bom funcionamento da espécie para estudos de hibridação.
60
Tabela 7: Resultados dos cruzamentos intra e interespecíficos realizados entre espécies
do gênero Arachis. Genitores masculinos e seu respectivo ano de cruzamento, genoma do
genitor masculino, acessos dos genitores envolvidos, número total de polinizações
realizadas (NPO), número de segmentos de frutos obtidos (NSF), número de híbridos
confirmados (NH), porcentagem de sucesso por cruzamento, porcentagem de viabilidade
do pólen dos híbridos (VPH).
Genitor
Masculino
Genoma
paterno
Cruzamentos
V 14957♀ x ♂
NPO
NSF
NH
(NH x
100)/NPO
% (VPH)
A. ipaënsis
1
B ipae
K 30076
28
10
0
0
-
A. ipaënsis
2
B ipae
K 30076
101
39
3
2,8
5,4
A. gregoryi
1
B ipae
V 14753
116
24
2
1,7
43,6
A. gregoryi
1
B ipae
V 14767
65
30
0
0
-
A. gregoryi
1
B ipae
V 14962
51
6
0
0
-
A. magna
1
B ipae
V 13761
16
0
0
0
-
A. magna
1
B ipae
V 13765
40
8
0
0
-
A. magna
1
B ipae
V 14724
90
4
2
2,2
10,45
A. magna
1
B ipae
K 30097
42
11
4
9,5
7,12
A. cruziana
1
B ipae
Wi 1302-2
121
36
3
2,5
5,22
A. williamsii
1
B ipae
Wi 1118
70
28
10
14,3
2,6
A. valida
1
B ipae
V 13514
114
36
11
9,6
5,45
A. batizocoi
1
B bati
K 9484
82
61
1
1,2
nf
A. krapovickasii
1
B bati
Wi 1291
57
19
2
3,5
0,4
A. hoehnei
1
B hoeh
K 30006
155
59
1
0,6
12
A. hoehnei
1
B hoeh
V 9094
0
0
0
0
-
A. hoehnei
2
B hoeh
V 13985
111
34
19
17,1
nf
A. benensis
2
B bene
K 35005
72
25
1
1,4
0,6
A. vallsii
1
B vall
V 7635
11
0
0
0
-
A. vallsii
2
B vall
V 7635
84
22
10
11,90
nf
A. glandulifera
1
D
V 13738
59
27
1
1,7
0,3
A. hypogaea “tipo Xingu”
2
AB
V 12549
20
3
0
0
-
A. hypogaea var. aequatoriana
2
AB
Mf 1678
111
46
4
3,6
nf
A. hypogaea var. fastigiata
2
AB
cv Tatu
70
31
1
1,4
nf
A. hypogaea var. hirsuta
2
AB
Mf 1538
50
13
1
2
nf
A. hypogaea var. hypogaea
2
AB
V 12548
65
11
0
0
-
A. hypogaea var. peruviana
2
AB
Mf 1560
46
1
0
0
-
A. hypogaea var. vulgaris
2
AB
cv Tatuí
118
39
0
0
-
A. monticola
2
AB
Sj 2775
37
10
0
0
-
A. monticola
2
AB
V 14165
51
8
0
0
-
A. palustris
2
2n=18
V 13023
71
18
0
0
-
A. diogoi
1
A
Vp 5000
57
4
0
0
-
A. diogoi
2
A
Vp 5000
56
20
3
5,4
nf
A. duranensis
1
A
V 14167
71
0
0
0
-
A. duranensis
2
A
V 14167
94
32
1
1,1
nf
A. helodes
2
A
V 6325
112
22
3
2,7
nf
A. kuhlmannii
2
A
V 13779
79
24
12
15,18
4,8
A. kempff-mercadoi
2
A
V 13250
50
17
7
14
Nf
A. microsperma
2
A
V 14042
64
8
8
12,5
Nf
A. schininii
1
A
V 9923
37
5
1
2,7
Nf
A. schininii
2
A
V 9923
83
14
11
13,3
Nf
61
Genitor
Masculino
Genoma
paterno
Cruzamentos
V 14957♀ x ♂
NPO
NSF
NH
(NH x
100)/NPO
% (VPH)
A. stenosperma
1
A
V 10309
37
0
0
0
-
A. stenosperma
2
A
V 10309
135
27
16
11,9
Nf
A. simpsonii
2
A
V 13728
81
18
2
2,5
Nf
A. villosa
1
A
V 14309
49
4
4
8,2
Nf
A. paraguariensis
2
Erec
V 7677
38
8
0
0
-
3167
862
153
1
primeiro ano de cruzamento 2006/2007.
2
segundo ano de cruzamento 2007/2008.
nf= não houve florescimento.
Grupo 1 em vermelho ( % de sucesso de 17,1 – 11,9)
Grupo 2 em verde (% de sucesso de 9,6 – 5,4)
Grupo 3 em azul (% de sucesso de 3,6 – 1,7)
Grupo 4 materiais que não se estabeleceram não sendo possível confirmar seu caráter híbrido
De acordo com os resultados dos cruzamentos intra e interespecíficos
realizados entre as espécies do gênero Arachis, podem-se dividir os cruzamentos
em quatro grupos grandes e não homogêneos.
O primeiro grupo engloba aqueles que apresentaram maiores porcentagens
de sucesso. Estes cruzamentos foram A. gregoryi V 14957 x A. hoehnei V 13985
(17,1%), A. kuhlmannii V 13779 (15,18), A.williamsii Wi 1118 (14,3%), A. kempff-
mercadoi V 13250 (14%), A. schininii V 9923 (13,3%), A. microsperma V 14042
(12,5%), A. stenosperma V 10309 (11,9%) e A. vallsii (11,90). Este grupo envolve
espécies associadas aos genomas A e B.
Do cruzamento de A. gregoryi V 14957 com A. kuhlmannii V 13779 foram
produzidos 24 segmentos de frutos e obtidas 12 plantas híbridas com estimativa de
viabilidade de pólen de 4,8%.
Os híbridos com A. williamsii (Figura 16) apresentaram grande
desenvolvimento vegetativo, chegando os ramos laterais a medirem mais de 2,5
metros. Possivelmente, esse desenvolvimento ocorreu em virtude dos híbridos não
gastarem energia para a produção de frutos, pois, a média da viabilidade do pólen
nesses materiais foi de 2,6%, não tendo sido evidenciado formação de “pegs” nas
plantas. Esse material resultante de plantas do genoma B pode ser usado para a
piramidização de gene em programas de melhoramento.
62
Figura 16: Híbridos de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis williamsii Wi 1118 com
ramos laterais superiores a 2,5m.
Outro material incluído nesse grupo é o híbrido com A. hoehnei V 13985. O
material apresenta rápido crescimento, hábito ereto e intensa ramificação lateral
(Figura 17). As plantas ainda não produziram flores e, portanto, não se pode
estimar a viabilidade do pólen. Atualmente, são conhecidos sete acessos de A.
hoehnei, todos do Estado do Mato Grosso do Sul. Porém, acredita-se não haver
uniformidade entre esses materiais, devido a diferenças de comportamento entre
os acessos no ciclo reprodutivo, em cruzamentos e, possivelmente, quanto à
presença ou ausência do par de cromossomos A nesses acessos (comunicação
pessoal Dr. Guillermo Seijo).
63
Figura 17: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis hoehnei V 13985.
Com A. microsperma as plantas mostraram desenvolvimento normal, mas
ainda sem a produção de flores. Os híbridos com as espécies do genoma A, A.
kempff-mercadoi, A. schininii, A. microsperma (Figura 18 A e B) e A. stenosperma
(Figura 19 A e B), por formarem híbridos AB com A. gregoryi são materiais de
interesse direto para ações de pré-melhoramento. Além de terem o conjunto
genômico similar ao de A. hypogaea apresentam resistência às doenças foliares
causadas por Cercospora arachidicola (mancha castanha), Cercosporidium
personatum (mancha preta) e Puccinia arachidis (ferrugem) (Fávero, 2004; Fávero
et al., 2009; Custodio, 2005).
64
Figura 18: A) Germinação espontânea do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x
Arachis microsperma V 14042. B) Plântula do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x
Arachis microsperma V 14042.
Figura 19: A) Germinação espontânea do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x
Arachis stenosperma V 10309. B) Plântula do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x
Arachis stenosperma V 10309.
A
B
A
B
65
Outros híbridos envolvendo diferentes acessos de A. gregoryi e A.
stenosperma foram feitos por Fávero (2004) e Simpson & Valls (2006), tendo a
viabilidade de pólen variado entre 0,4 a 4,9%. No presente trabalho não foi possível
verificar a porcentagem de viabilidade do pólen desses híbridos, pois os que
apresentaram germinação espontânea e bom desenvolvimento inicial, passadas
algumas semanas, não continuaram com o desenvolvimento esperado, geralmente
com morte do eixo central. Restam as ramificações laterais, que continuam vivas,
mas com lento desenvolvimento.
Com A. schininii, foram produzidos 14 segmentos de fruto que, originaram
plantas com eixo central anormal, curto e ramos muito proliferados, entretanto, com
ótima sobrevivência (Figura 20).
Figura 20: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis schininii V 9923.
66
Com A. kempff-mercadoi, foram produzidos 17 segmentos de fruto que,
originaram plantas com eixo central normal, e ramos laterais ascendentes (Figura
21).
Figura 21: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis kempff-mercadoi V
13250.
O cruzamento entre A. gregoryi com A. vallsii produziu 22 segmentos de
fruto resultando em 10 plântulas, cuja origem híbrida ainda não pode ser
confirmada, pelo lento desenvolvimento, embora os folíolos pareçam muito
estreitos para que as plantas sejam de origem maternal. Rodrigues (2006) realizou
o cruzamento recíproco com o mesmo acesso de A. vallsii e o acesso de A.
gregoryi V 6389. As duas sementes resultantes originaram plântulas fracas, que
não se desenvolveram. Diante do vigoroso crescimento das plântulas maternais de
A. vallsii, observado no trabalho de Rodrigues, supõe-se ter havido hibridação. A
eventual confirmação de hibridação entre A. gregoryi e A. vallsii neste novo
programa de cruzamentos poderá fornecer dados muito importantes em favor da
67
alocação de A. vallsii na secção Arachis, espécie inicialmente situada na secção
Procumbentes (Krapovickas & Gregory, 1994), tema discutido por Rodrigues
(2006). Com base em estudos citológicos recentes, Lavia et al., (2008) propõe
formalmente esta transferência.
O segundo grupo engloba quatro cruzamentos: A. gregoryi V 14957 x A.
valida V 13514 (9,6%), A. magna K 30097 (9,5%), A. villosa V 14309 (8,2%), A.
diogoi Vp 5000 (5,4%), os dois primeiros associados ao genoma B e os dois
últimos ao genoma A.
No cruzamento de A. gregoryi com A. villosa, apesar da baixa percentagem
de sucesso de polinização, 8,2%, foram obtidas quatro plântulas. Uma morreu e as
outras três continuam com bom desenvolvimento, mas até o presente sem
florescimento.
Foi possível fazer estaca desse material, garantindo assim um maior número
de plantas. A hibridação foi facilmente confirmada por descritores morfológicos,
devido à alta pilosidade na face adaxial do folíolo presente no pai e ausente na
mãe, ou seja, o material F
1
apresenta as características paternas (Figura 22).
Figura 22: Característica do marcador morfológico paterno pilosidade na face
adaxial do folíolo do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis villosa V 14309.
68
O híbrido feito por Fávero (2004) entre A. gregoryi V 6389 x A. villosa V
12812 apresentou porcentagem de sucesso de 0,92%, menor que a conseguida no
atual trabalho e viabilidade do pólen de 7,67%. O material pode ser interessante
em pesquisas de pré-melhoramento, uma vez que os híbridos contêm os genomas,
A e B, do amendoim cultivado.
O híbrido entre A. gregoryi e A. diogoi pode ser uma interessante via para o
melhoramento de A. hypogaea, já que a espécie paternal vem sendo utilizada em
cruzamentos interespecíficos, visando à incorporação de suas características no
amendoim cultivado (Figura 23). A importância de A. diogoi em cruzamentos
interespecíficos está associada a sua possível tolerância a ambientes alagadiços,
uma vez que a espécie ocorre naturalmente próxima a cursos de água e sujeita a
inundações periódicas no Pantanal do Mato Grosso do Sul (Krapovickas &
Gregory, 1994) além de, mostrar resistência à mancha castanha, mancha preta,
trips e cigarrinha (Varman et al., 2000; Fávero, 2004).
Figura 23: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis diogoi Vp 5000.
69
A introgressão de genes das espécies silvestre para A. hypogaea foi
concentrada, nas últimas décadas, nas espécies da secção Arachis que possuem o
par de cromossomos A. Isso ocorreu devido à baixa disponibilidade de materiais
dessa secção, que fossem diplóides e que não apresentassem o par de
cromossomos A. Os materiais que se mostraram mais promissores envolveram A.
cardenasii, A. diogoi e A. duranensis (Simpson, 1997; Stalker et al., 1979, 1989).
A cultivar COAN lançada por Simpson & Starr (2001), resistente a
nematóides de galhas (Meloidogyne arenaria e M. javanica) foi obtida a partir de
cruzamentos entre A. cardenasii e A. diogoi. Este híbrido foi cruzado com A.
batizocoi, dando origem a um híbrido estéril, que foi tratado com colchicina para
duplicação dos cromossomos gerando o anfidiplóide sintético TxAg-6. Esta
linhagem sintética foi cruzado com A. hypogaea cv. Florunner e, após
retrocruzamentos e seleção para caracteres agronômicos e resistência a
nematóides, resultou na cultivar referida. No Brasil, A. diogoi foi usado por Pompeu
(1983) para produzir híbridos com A. hypogaea. Os híbridos de A. gregoryi com A.
diogoi ainda não floresceram não sendo possível estimar sua viabilidade de pólen.
O híbrido de A. gregoryi com A. magna K 30097 (Figura 24) apresentou
média de viabilidade de pólen de 7,12%.
Valores semelhantes foram obtidos por Simpson & Faries, (2001), ao
analisarem o pólen de híbridos entre estas duas espécies, porém envolvendo
acessos diferentes. Isto indica que, embora A. gregoryi e A. magna apresentem
características morfológicas muito próximas e que algumas vezes se confundem
sendo difícil separar alguns de seus acessos, e de estas espécies terem algumas
populações simpátricas, elas devem ter desenvolvido barreiras genéticas, que as
mantém reprodutivamente isoladas e permitem sua manutenção como espécies
distintas.
No híbrido de A. gregoryi com A. valida, os ramos laterais se mostraram bem
desenvolvidos, com medida superior a 2,5m. As plantas apresentaram intensa
floração com viabilidade média de pólen de 5,45%.
70
Figura 24: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis magna K 30097.
Apesar da baixa viabilidade, houve a formação de um “peg”, com um
segmento de fruto (Figura 25 A e B). Embora bem formado, o segmento de fruto
não completou seu desenvolvimento, tendo-se degradado no interior do solo.
Arachis valida tem valor para ações de pré-melhoramento por apresentar
características de resistência às manchas foliares e, possivelmente ao alagamento
devido às características do ambiente em que ocorrem suas populações
(Krapovickas & Gregory, 1994; Fávero, 2004).
O terceiro grupo apresenta 15 combinações híbridas envolvendo materiais
que representam os genomas A, B, D e AB. Este grupo abrange os híbridos A.
gregoryi V 14957 x A. hypogaea var. aequatoriana Mf 1678 (3,6%), A. krapovickasii
71
Wi 1291 (3,5%), A. ipaënsis K 30076 (2,8%), A. helodes V 6325 (2,7%), A. cruziana
Wi 1302-2 (2,5%), A. simpsonii V 13728 (2,5%), A. magna V 14724 (2,2%), A.
hypogaea var. hirsuta Mf 1538 (2,0%), A. gregoryi V 14753 (1,7%), A. glandulifera
V 13738 (1,7%), A. benensis K 35005 (1,4%), A. hypogaea var. fastigiata cv. Tatu
(1,4%), A. batizocoi K 9484 (1,2%), A. duranensis V 14167 (1,1%) e A. hoehnei K
30006 (0,6%). Além do híbrido intraespecífico A. gregoryi V 14957 x A gregoryi V
14753 (1,7%).
No cruzamento com a cv. Tatu de A. hypogaea var. fastigiata foram
produzidos 31 segmentos de fruto, com o aborto de 14. Foram colocadas a
germinar 11 sementes e apenas uma se desenvolveu gerando um híbrido triplóide,
cuja hibridação pode ser confirmada pela contagem do número de cromossomos
(Figura 26 A e B). As demais sementes permaneceram imaturas e não
germinaram.
Figura 25: A) Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis valida V 13514. B)
Segmento de fruto formado pelo híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis
valida V 13514.
A planta mostrou crescimento lento, mas com bom aspecto, não chegando a
florescer.
A
B
72
No cruzamento com A. hypogaea var. aequatoriana dos 46 frutos formados
32 foram abortados e com a var. hirsuta dos 13 frutos formados três sofreram
aborto. Os demais frutos foram colocados para germinar, mas a maioria das
plântulas morreu nos estágios iniciais de desenvolvimento, sobrevivendo apenas
quatro plantas do cruzamento com a var. aequatoriana e uma daquele com a var
hirsuta. Em ambos os cruzamentos houve aborto do embrião nos estágios iniciais
de desenvolvimento.
A manipulação de híbridos triplóides é laboriosa, exigindo várias etapas,
dependendo do objetivo do programa e da viabilidade do germoplasma. Primeiro é
necessário tratar o material com colchicina para a duplicação do número
cromossômico, tornando-o um hexaplóide fértil; este hexaplóide deve ser
retrocruzado com A. hypogaea até a progênie voltar a ter 40 cromossomos, devido
à perda de cromossomos (Simpson, 1991; 2001). Apesar dessas etapas, os
materiais aqui obtidos podem ser usados como mais uma via alternativa para o
melhoramento do amendoim.
Figura 26: A) Cromossomos do híbrido triplóide de Arachis gregoryi V 14957 x
Arachis hypogaea cultivar Tatu. B) Plântula do híbrido triplóide de Arachis gregoryi
V 14957 x Arachis hypogaea cultivar Tatu.
A
B
73
No cruzamento de A. gregoryi com A. glandulifera, duas espécies com
genomas distintos, respectivamente B e D, foram produzidos 27 segmentos de
frutos, porém, em 25 desses segmentos bem formados não houve a formação de
semente, apenas de um pequeno resquício do que viria a ser um embrião. Isto
indica que houve preparo da parte maternal para a formação de fruto e da
semente, porém sem desenvolvimento desta última estrutura, talvez devido a
aborto do embrião nos seus estágios iniciais. As duas outras sementes, uma bem
formada e outra pouco desenvolvida, foram germinadas e formaram plântulas, mas
apenas uma delas se desenvolveu. A hibridação foi facilmente confirmada pela
presença de glândulas na face abaxial dos folíolos do híbrido, caráter herdado do
pai, que como o próprio nome sugere, possui tais glândulas (Figura 27). O híbrido
apresentou média de viabilidade de pólen de 0,3%. O valor baixo da viabilidade do
pólen desse híbrido indica que os parentais envolvidos apresentam grande
distância genética entre si.
Figura 27: Característica do marcador morfológico paterno glândulas na face
abaxial do folíolo do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis glandulifera V
13738.
74
Fatos semelhantes a este, envolvendo cruzamentos de outros pares de
espécies foram relatados na literatura especializada por Johansen & Smith (1956),
Smartt & Gregory (1967), Pompeu (1977) e Gregory & Gregory (1979) indicando a
formação de frutos menores, que aqueles produzidos por autofecundação,
contendo apenas um resquício da semente, abortada logo nos estágios iniciais de
desenvolvimento. Eles relatam que o início do desenvolvimento do embrião e do
endosperma é retardado, cessando a seguir, acompanhado pela hipertrofia da
testa da semente, sendo que algumas vezes, o embrião e o endosperma morrem
sem diferenciação.
Arachis glandulifera, pertencente à secção Arachis, foi descrita por Stalker
(1991), como portadora do genoma D, com fórmula cariotípica 2n=2x=20, com
cariótipo assimétrico, com inversões e translocações, o que a diferencia das
demais espécies da secção Arachis. A atribuição de um genoma peculiar a esta
espécie foi confirmada por Robledo & Seijo (2008), em análise citogenética com
hibridização fluorescente in situ (FISH). A espécie mostra tricomas glandulares nas
partes vegetativas e no “peg”, tendo o fruto bastante reticulado.
Híbridos intra e interespecíficos, envolvendo A. glandulifera, foram
produzidos por Stalker (1991a). Esse autor relata que os híbridos intraespecíficos
foram de obtenção relativamente difícil, com um sucesso de polinização de 7,2%.
Também foram feitos cruzamentos interespecíficos de A. glandulifera com A.
batizocoi, A. duranensis e duas cultivares de A. hypogaea. Os híbridos com as
duas primeiras espécies foram estéreis. Os híbridos com A. batizocoi apresentaram
grandes diferenças morfológicas, conforme o acesso de A. glandulifera usado no
cruzamento. Apesar de terem sido feitas 835 polinizações, nos dois sentidos, entre
A. glandulífera e as duas cultivares de A. hypogaea (que representam suas duas
subsepécies), nenhum híbrido foi obtido. A falha na obtenção de híbridos com A.
hypogaea, pode ser devido a eventos desfavoráveis tanto de pré como de pós-
fertilização, pois poucos “pegs” foram produzidos e, a pequena porcentagem de
frutos por eles formados continha apenas embriões reduzidos ao tempo normal de
maturação (Stalker et al., 1991).
75
Aparentemente, as diferenças cariotípicas de A. glandulifera, em relação aos
demais representantes da secção Arachis, pode representar uma barreira
reprodutiva para a espécie, quanto aos cruzamentos interespecíficos. Porém, a
espécie apresenta alta prolificidade por autofecundação.
Deste terceiro grupo, oito materiais cruzados eram associados ao mesmo
genoma aqui atribuído a A. gregoryi (B). Duas combinações híbridas, de A. gregoryi
com A. batizocoi K 9484 e com A. hoehnei K 30006, apresentaram problemas nas
fases iniciais de desenvolvimento. Diante desta situação, as sementes produzidas
nos vasos de cruzamentos foram colhidas, algumas já tendo iniciado a germinação.
As plântulas e as sementes obtidas foram submetidas a técnica de cultura de
tecidos, para o resgate in vitro do embrião e das plântulas. O material resultante
encontra-se mantidos no Laboratório de Cultura de Tecidos da Embrapa
Hortaliças/CNPH, no Distrito Federal.
No cruzamento com A. batizocoi, foram realizadas 82 polinizações, com a
obtenção de 61 segmentos de fruto. Desses, 46 sementes germinaram
espontaneamente e 15 frutos foram submetidos para o cultivo in vitro. Todavia, não
houve o desenvolvimento da parte aérea nas plântulas (Figura 28).
Figura 28: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis batizocoi K 9484 em que
não houve o desenvolvimento da parte aérea
76
Apenas uma plântula se desenvolveu sob condição de casa de vegetação na
Embrapa Hortaliças/CNPH (Figura 29). Transferida para o telado na
Embrapa/Cenargen em pouco tempo definhou e morreu.
Os embriões resgatados in vitro estão se desenvolvendo e foram
transferidas para um meio de cultura para o desenvolvimento de raízes, para
posterior aclimatação e transferência para vasos.
Um híbrido entre A. gregoryi V 6389 e o mesmo acesso de A. batizocoi (K
9484) aqui utilizado foi feito por Simpson & Faries (2001), mostrando
desenvolvimento normal e viabilidade de pólen de 4,5%. Apesar dos dois acessos
de A. gregoryi, (V 14957 e V 6389), terem as populações naturais muito próximas,
e possivelmente guarda diferenças genéticas entre si ou que se comportam
diferencialmente dependendo da condição ambiental em que são manipuladas.
Figura 29: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis batizocoi K 9484 que se
desenvolveu sob condições de casa de vegetação na Embrapa Hortaliças.
77
Outro cruzamento em que os híbridos tiveram que ser resgatados in vitro foi
entre A. gregoryi V 14957 com A. hoehnei K 30006. Neste, as plântulas iniciavam
com bom desenvolvimento, embora muito atacadas por ácaros, como ocorre no
acesso paterno e, depois regrediam, culminando na morte do material. Deste
cruzamento, foram obtidas 59 sementes, 43 dos quais germinaram
espontaneamente, sobrevivendo 19, enquanto foram resgatados in vitro os
embriões das outras 16 (Figura 30). Apenas uma das plântulas se desenvolveu sob
as condições de casa de vegetação na Embrapa Hortaliças/CNPH e mais tarde,
nas condições de telado na Embrapa/Cenargen (Figura 31). Esta planta apresenta
muitas ramificações laterais de porte ascendente-ereto. A viabilidade de pólen
deste híbrido foi de 12% sendo os extremos dessa média 9% e 18,2%. O acesso
de germoplasma A. hoehnei K 30006 provém da mesma população natural de
origem do exemplar tipo da espécie, descrita na monografia do gênero Arachis
(Krapovickas & Gregory, 1994).
Figura 30: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis batizocoi K 9484
mantidos in vitro na Embrapa Hortaliças.
78
Figura 31: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis hoehnei K 30006 que se
desenvolveu sob condições de casa de vegetação na Embrapa Hortaliças.
Dois outros cruzamentos, de A. gregoryi com A. krapovickasii e com A.
cruziana, cujos genitores masculinos são possivelmente mais associados a A.
batizocoi, mostraram comportamentos distintos.
Com A. krapovickasii, foram formados 19 segmentos de fruto. As sementes
germinaram espontaneamente, gerando plântulas vigorosas, mas que não
continuaram com o desenvolvimento esperado, definhando ao longo do tempo
(Figura 32 A e B). Apenas uma planta sobreviveu, após ter sido transferida para
uma casa de vegetação nas dependências da Embrapa/Cenargen. Floresceu
apenas em 2009, permitindo a estimativa de viabilidade de 0,4%. Em cruzamento
das mesmas duas espécies, porém com acesso diferente de A. gregoryi, Simpson
& Faries (2001) estimaram a viabilidade de pólen foi de 12,8%.
79
Figura 32: A) Plântula do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis
krapovickasii Wi 1291. B) Planta adulta do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x
Arachis krapovickasii Wi 1291 em florescimento.
Com A. cruziana, foram formados 36 segmentos de fruto. As plântulas
sempre foram vigorosas, formando plantas adultas com ramos laterais longos, com
comprimento acima de 2,5m e com intensa floração (Figura 33). O valor médio de
viabilidade do pólen foi de 5,22%. Cruzamentos envolvendo outro acesso de A.
gregoryi e o mesmo de A. cruziana apresentaram valores de coloração do pólen
dos híbridos de 3,8% (Valls & Simpson, 2005; Simpson & Faries, 2001). Apesar da
diferenças dos resultados, os dois valores são baixos, o que teoricamente torna
improvável a ocorrência de autofecundação no híbrido obtido.
Os cruzamentos envolvendo A. gregoryi com A. ipaënsis (Figura 34) e com
A. magna V 14724, cujos genitores masculino e feminino são morfologicamente
muito próximos, apresentaram, respectivamente, 39 segmentos de fruto, que não
tiveram germinação espontânea e mostraram viabilidade de pólen de 5,4% e,
quatro segmentos de frutos com germinação espontânea e viabilidade de pólen de
10,45%. A produção destes híbridos é importante para o entendimento das
relações de proximidade entre essas três espécies.
A
B
80
Figura 33: Plântula do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis cruziana Wi
1302-2.
Figura 34: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis ipaënsis K 30076.
81
Por muito tempo, A. batizocoi foi considerado como a possível fonte do
genoma B de A. hypogaea. A obtenção de novos acessos de germoplasma e sua
submissão cada vez mais intensa às técnicas de caracterização morfológica,
citogenética e molecular (Stalker, 1990; Kochert et al., 1991; Fernández &
Krapovickas, 1994; Stalker et al., 1994) levaram, em pouco tempo, à exclusão de
A. batizocoi como provável espécies doadora do genoma sem o “par A” na origem
de A. hypogaea (genoma “não-A ou B”) e a sugestão de A. ipaënsis como a mais
provável doador desse genoma e de A. duranensis como espécie doadora do
genoma A (Kochert et al., 1991). Esta idéia foi respaldada por Fernández &
Krapovickas (1994), Kochert et al., (1996) e Seijo et al., (2004), a partir de distintas
abordagens, e teve sua viabilidade demonstrada através da produção de um
anfidiplóide desses dois genitores propostos e seu cruzamento bem sucedido e
fértil com representantes das seis variedades botânicas de A. hypogaea por Fávero
et al., (2006).
Pesquisas adicionais com marcadores citogenéticos e moleculares
(Gimenes et al., 2002a,b; Moretzsohn et al., 2004; Milla et al., 2005; Seijo et al.,
2007; Cunha et al., 2008; Burow et al., 2009) mostram que o grupo de espécies
diplóides da secção Arachis sem o “par A”, (Krapovickas & Gregory, 1994;
Peñaloza & Valls, 2005) não é homogêneo, contendo subgrupos, que gravitam em
torno de A. ipaënsis (A. gregoryi, A. magna, A. valida e A. williamsii) e de A.
batizocoi (A. cruziana, A. krapovickasii, A. glandulifera), mais duas espécies
aparentemente isoladas, A. hoehnei e A. benensis, além de A. vallsii, originalmente
alocada na secção Procumbentes, mas capaz de produzir híbridos com os
subgrupos citados e mesmo com A. hypogaea, portanto também um membro da
secção Arachis (Valls, 2006) além desses diplóides com 2n=2x=20, a secção
Arachis ainda abriga três espécies diplóides com 2n=2x=18 (Lavia 1996, 1998;
Peñaloza & Valls, 1997). Stalker et al., (1991) já consideravam a possibilidade de
ocorrência de mais de três genomas na secção Arachis.
Devido à grande importância de A. ipaënsis na origem de A. hypogaea e,
como até hoje só existe um acesso dessa espécie, seus híbridos formados com as
espécies próximas representam ampliação das possibilidades de levar
82
características das espécies associadas ao genoma B para o melhoramento do
amendoim.
Em outro cruzamento envolvendo A. gregoryi e A. benensis, houve a
formação de 25 segmentos de fruto, com germinação espontânea das cinco
sementes (Figura 35). A viabilidade do pólen foi bastante baixa de 0,5% indicando
grande distância entre esses genitores.
Figura 35: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis benensis K 30005.
Ainda nesse terceiro grande grupo aparecem cruzamentos que envolvem os
genomas A e B, onde A. gregoryi foi cruzada com sucesso A. duranensis, A.
helodes, e A. simpsonii. Nenhum dos híbridos produziu flores.
As 32 plântulas produzidas no cruzamento com A. duranensis, todas
resultantes de germinação espontânea, mostrando-se bastante vigorosas nos
83
estágios iniciais de desenvolvimento, mas que regrediram e morreram com o
passar das semanas.
Com A. helodes, foram produzidos 22 segmentos de fruto e as plantas
apresentam lento desenvolvimento, mas três ainda sobrevivem (Figura 36).
Com A. simpsonii, foram produzidos 18 segmentos de fruto. As plantas são
vigorosas apresentando bom desenvolvimento, mas apenas três sobrevivem.
Figura 36: Híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis helodes V 6325.
No cruzamento entre dois acessos de A. gregoryi V 14957 x V 14753,
oriundos de municípios vizinhos, mas distantes entre si 99 km. Houve a formação
de 24 segmentos de fruto. No entanto apenas duas plantas híbridas sobreviveram.
A média de sua viabilidade do pólen foi de 43,6%. Apesar de não ocorrer total
abertura das anteras e, conseqüente, liberação do grão-de-pólen, as duas plantas
produziram muitos “pegs” com espessura média de 0,68mm, praticamente a
metade da espessura dos “pegs” apresentada pela genitora feminina. Este material
84
híbrido F
1
comportou-se como tipicamente anual, secando completamente no final
do período reprodutivo. Os segmentos de fruto germinaram espontaneamente no
vaso, gerando 10 indivíduos F
2
(Figura 37). Seria de esperar para híbridos
pertencentes à mesma espécie viabilidade de pólen mais alta. Apesar da
viabilidade do pólen ser, praticamente, a metade da esperada, os híbridos são
férteis, indicando que os acessos guardam certas peculiaridades, mas do ponto de
vista genético, são bastante próximos entre si.
Figura 37: Geração F
2
do híbrido de Arachis gregoryi V 14957 x Arachis gregoryi V
14753.
O quarto e último grupo envolvem aqueles cruzamentos em que os materiais
resultantes não se estabeleceram não sendo possível confirmar seu caráter híbrido
e, por decorrência, estimar a porcentagem de sucesso. Neste grupo encontram-se
dois cruzamentos intraespecíficos de A. gregoryi V 14957 x V 14767 e V 14962,
além daqueles com A. magna V 13761 e V 13765, A. palustris, A. hypogaea var.
85
hypogaea e o, A. hypogaea var. peruviana, cv Tatuí, e o material do tipo Xingu, A.
monticola Sj 2775 e V 14165, A. paraguariensis V 7677.
Nos cruzamentos intraespecíficos envolvendo os acessos de V 14767 e V
14962, como genitores masculinos, houve à formação de 30 e de seis segmentos
de fruto, respectivamente. Contudo, as plântulas, que começaram com bom
desenvolvimento não completaram seu ciclo, morrendo em poucas semanas, sem
chegar a florescer. Embora os três acessos envolvidos sejam do mesmo município
o acesso V 14962 foi coletado a 2,4 km do local de origem da genitora, enquanto V
14767, uma planta de dimensões avantajadas para a espécie foi coletada a mais
de 86 km de distância da mesma.
Nas espécies não estoloníferas ou rizomatosas de Arachis, a capacidade de
dispersão dos frutos sob o solo, a cada ano, não ultrapassa uns poucos metros
(Krapovickas & Gregory, 1994). Em A. gregoryi, com longos ramos laterais, o
afastamento das sementes pode chegar até a três ou quatro metros de onde
originalmente germinou a planta mãe. Desta forma, o avanço linear teórico, a partir
do meio da distância entre os acessos V 14957 e V 14767 exigiria, um período
mínimo de 21.500 anos. Independente de outros eventuais meios de dispersão a
longa distância e da continuidade de fluxo polínico entre as diversas populações da
espécie, esta distância cronológica poderia ter dado margem a deriva populacional,
talvez conduzindo a um processo de especiação que ainda não afetou as
características morfológicas mais diagnósticas, mas com possíveis reflexos
genéticos.
Todavia, a impossibilidade de confirmar a hibridação entre os acessos V
14957 e V 14962 não pode ser explicada pelos mesmos argumentos. A área
ocupada pela população representada pelo acesso V 14962 em margem de
estrada não pavimentada, com freqüente arrastamento de terra para a manutenção
viária, pode até ter continuidade com a área da população de origem do acesso da
genitora coletado a poucos metros na mesma estrada. Independente de
estimativas teóricas para sua eventual distância cronológica, a distância geográfica
efetiva de 2,4 km está dentro do raio de ação de insetos polinizadores, de modo
86
que os dois acessos provenham de uma mesma população natural no que toca ao
fluxo gênico.
A dificuldade de hibridação precisa ser atribuída a problemas práticos de
execução dos cruzamentos, já que a genitora teve mau desempenho que permitiu
apenas 51 polinizações e a produção de segmentos de fruto de 11,76% foi muito
inferior às proporções alcançadas nos cruzamentos em que os genitores
masculinos foram os acessos V 14767 (46,15%) e V 14753 (20,68%).
Esta mesma justificativa pode ser usada para o mau resultado do
cruzamento envolvendo A. gregoryi com A. magna V 13761 em que a planta mãe
não apresentou desenvolvimento satisfatório, demorando muitas semanas para
crescer e iniciar a produção de flores. Seus botões florais tinham aspectos murcho,
dificultando a castração, e as flores que se abriam no dia seguinte à emasculação
eram pequenas e enrugadas, o que certamente afetou negativamente o sucesso da
polinização. O mesmo aconteceu no cruzamento com o acesso V 13765, porém
com menor severidade. Deste cruzamento, foram produzidos oito segmentos de
fruto, cujas sementes germinaram, mas não chegaram a formar plantas adultas.
A falta de sincronia, má qualidade e baixa produção de flores das plantas
genitoras também podem ter sido as causas do insucesso na produção de híbridos
entre A. gregoryi V 14957 e A. hoehnei V 9094.
Todos os cruzamentos envolvendo genitores masculinos tetraplóides,
produziram segmentos de fruto, mas com aborto do embrião em um grande
número de sementes, nos estágios iniciais de desenvolvimento.
Com o acesso de A. hypogaea var. hypogaea, de 65 polinizações formaram-
se 11 segmentos de fruto. Desses, cinco sofreram aborto. Uma semente germinou
espontaneamente no vaso, mas a plântula não sobreviveu. As outras cinco
sementes foram postas a germinar, mas as plântulas definharam em poucas
semanas.
No cruzamento com o acesso de A. hypogaea do tipo Xingu, o genitor
masculino produziu poucas flores durante toda a estação. As 20 polinizações
resultaram na formação de apenas três segmentos de fruto, todos com embriões
abortados.
87
No cruzamento com a var. peruviana, não houve sincronia de florescimento
entre os genitores, além da qualidade das flores produzidas pela genitora ter sido
insatisfatória. Assim mesmo, foram possíveis 46 polinizações, que resultaram na
formação de apenas um segmento de fruto, cuja semente foi colocada para
germinar e iniciou a germinação, mas não houve desenvolvimento da plântula.
Já com a var. vulgaris (cv. Tatuí), puderam ser feitas mais de 70
polinizações, resultando em 39 segmentos de fruto, 30 dos quais com embriões
abortados e um imaturo. As plântulas resultantes de três sementes que
germinaram espontaneamente e, de cinco que foram postas a germinar não
sobreviveram.
No cruzamento com os dois acessos de A. monticola Sj 2775 e V 14165,
foram feitas, respectivamente, 37 e 51 polinizações. Com o acesso Sj 2775, houve
a formação de 10 segmentos de fruto, sete com embriões abortados e dois
imaturos. A plântula desenvolvida pela única semente colocada para germinar,
morreu em poucas semanas. Com o acesso V 14165 surgiram oito segmentos de
fruto, sete deles imaturos. A plântula resultante da única semente colocada para
germinar também não se desenvolveu.
No cruzamento de A. gregoryi com A. palustris, que envolve materiais com
diferentes números cromossômicos, respectivamente, 2x=2n=20 e 2x=2n=18,
foram produzidos 18 segmentos de fruto todos com sementes. As sementes
germinaram, mas 16 plântulas morreram em estágios iniciais. Duas outras
plântulas vêm mostrando desenvolvimento muito lento, ainda não sendo possível
confirmar seu caráter híbrido.
No cruzamento com A. paraguariensis foram realizadas apenas 38
polinizações devido à baixa de produção de flores do acesso paterno. Mesmo
assim, foram formados oitos segmentos de fruto. Desses, cinco tiveram o embrião
abortado nos estágios iniciais; dois tinham sementes imaturas e uma semente bem
formada foi posta a germinar, mas a plântula não sobreviveu.
Cruzamentos interseccionais, como esse, são importantes para testar a
possibilidade de o material ser usado como ponte para a transferência de
características desejáveis entre as secções Erectoides e Arachis. As espécies da
88
secção Erectoides apresentam características de destacável interesse como
resistência a doenças e insetos (Subramahnian et al., 1985), grande capacidade
regenerativa (Still et al., 1987) e cruzabilidade com espécies da secção
Caulorrhizae, Rhizomatosae e Procumbentes (Rodrigues, 2006)
O conjunto de dados obtidos permite inferir que existe cruzabilidade entre A.
gregoryi e várias espécies da secção Arachis coletadas desde 1976 e associadas,
em maior ou menor grau ao genoma B de A. hypogaea caracterizado pela ausência
do cromossomo “A”.
Embora as espécies da secção Arachis sem o par de cromossomos A não
formem um conjunto homogêneo e plenamente vinculado ao genoma B de A.
hypogaea, mas sim subgrupos geneticamente distintos, que gravitam em torno de
A. ipaënsis (considerada a espécie com genoma mais similar ao genoma B de A.
hypogaea) A. batizocoi, A. hoehnei, A. benensis e A. vallsii, e mesmo um subgrupo
com um para menos de cromossomos, A. gregoryi formou híbridos com
representantes de cada um desses subgrupos, mostrando potencial para a inclusão
em trabalhos de pré-melhoramento destinados à formação de linhagens a
incorporar ao melhoramento genético do amendoim.
Arachis gregoryi também formou híbridos com espécies associadas ao
genoma A de A. hypogaea, o que permite a produção de anfidiplóides sintéticos
bastante afins ao anfidiplóide disponível (Fávero et al., 2006) de A. ipaënsis x A.
duranensis, já em uso no melhoramento do amendoim. É interessante destacar que
entre as espécies associadas ao genoma A, um subgrupo formado por A.
duranensis, A. villosa, A. correntina e A. schininii é o que tem cromossomos mais
similares aos do complemento com cromossomo A de A. hypogaea (Seijo et al.,
2004; Robledo et al., 2009). À exceção de A. correntina, não disponível à época
dos cruzamentos, foram obtidos híbridos de A. gregoryi com as outras três
espécies deste subgrupo, cujos eventuais anfidiplóides, com fertilidade
recuperadas poderão mostrar-se muito úteis para o melhoramento do amendoim.
Ainda quanto às espécies diplóides associadas ao genoma A do amendoim,
há dois outros subgrupos (“Chiquitano” e “Pantanal”), com maiores diferenças
cromossômicas quanto a A. hypogaea confirmadas por FISH (Robledo et al., 2009).
89
Foram obtidos híbridos com as cinco espécies incluídas no subgrupo do Pantanal
e, ainda com A. kempff-mercadoi, único genitor masculino utilizado do subgrupo
Chiquitano, realçando ampla cruzabilidade de A. gregoryi. A partir de um acesso
distinto, V 6389, A. gregoryi também formou híbridos com A. linearifolia, (Fávero,
2004) espécie com o par de cromossomos A (Peñaloza & Valls, 2005) ainda não
classificada nos subgrupos por Robledo et al., (2009), mas obviamente mais similar
a A. diogoi que a outras espécies (Valls & Simpson, 2005) pelo que provavelmente
virá a ser enquadra no subgrupo do Pantanal. Este híbrido, obtido por Fávero
(2004), já foi levado à condição tetraplóide, com restauração da fertilidade
mostrando estimativas de viabilidade de pólen acima de 70%. O híbrido complexo
(A. ipaënsis x A. duranensis)
4x
x (A. gregoryi x A. linearifolia)
4x
mostrou 51,4% de
pólen corado, o que implica boa compatibilidade com a primeira combinação
anfidiplóide, que, ao que se sabe, reúne os dois mais prováveis doadores dos
genoma de A. hypogaea (Silva & Fávero, 2006).
Assim como nos cruzamentos conduzidos por Fávero (2004), entre diversos
pares de espécies diplóides da secção Arachis, os presentes resultados não
mostram coerência entre a facilidade de cruzamento e porcentagem de sucesso e
a viabilidade de pólen dos híbridos obtidos. A estimativa de viabilidade mais alta
contemplou um híbrido interespecífico entre os acessos V 14957 x V 14753 de A.
gregoryi, combinação que, embora já tenha sido capaz de produzir sementes F
2
,
teve um percentual de sucesso relativamente baixo (1,7%).
Grande parte dos cruzamentos com percentual de sucesso dos cruzamentos
entre 17,1 e 8,2% deu origem a híbridos incapazes de produzirem flores (A.
gregoryi x A. hoehnei V 13985, A. kempff-mercadoi, A. schininii, A. microsperma, A.
stenosperma, A. villosa, o primeiro genitor masculino aparentemente sem o par de
cromossomos A, mas distantemente associado ao genoma B de A. hypogaea e as
demais com o referido par.
Por outro lado, três outras combinações, em que os genitores masculinos
definitivamente não apresentam o par A, mostraram porcentagens de sucesso
equivalentes (14,3 a 9,5%), mas com distintas estimativas de viabilidade de pólen.
Arachis batizocoi enquadra-se em um grupo de espécies associadas ao genoma B
90
de A. hypogaea, mas não o mais similar, e teve porcentagem de sucesso de 14,3%
e estimativa de viabilidade de pólen de 2,6%. As outras duas espécies, mais
associadas a A. ipaënsis e, portanto, mais próximas do genoma B de A. hypogaea,
alcançaram porcentagens de sucesso e estimativas de viabilidade de pólen de,
respectivamente, 9,6 e 5,45% (A. valida) e 9,5 e 7,1% (A. magna K 30097),
certamente indicativas de maior similaridade com A. gregoryi.
É interessante mencionar que outro acesso de A. magna (V 14724) alcançou
estimativa de viabilidade de pólen ainda mais alta (10,45%), mas sua porcentagem
de sucesso foi bastante baixa (2,2%). Na mesma situação enquadram-se os
híbridos de A. gregoryi com A. ipaënsis (sucesso de 2,8% e viabilidade de 5,45%) e
A. cruziana (2,5 e 5,22%). Situação contrária foi mostrada por A. williamsii, com
14,3% de sucesso e apenas 2,6% de viabilidade.
Por fim, os resultados obtidos com o acesso típico de A. hoehnei K 30006
(0,6% de sucesso e 12,5% de viabilidade estimada) contrastam com aqueles do
acesso V 13985 da mesma espécie acima citada (17,1% de sucesso, mas sem
floração). Todavia cabe lembrar a indecisão ainda presente sobre a circunscrição
de A. hoehnei, espécies cuja descrição original incluía o táxon hoje segregado
como A. schininii e, além da população típica (K 30006), um grupo de acessos
coletados a leste e sudoeste de Corumbá, do qual V 13985 faz parte, grupo este
ainda não completamente caracterizado dos pontos de vista citogenético e
molecular.
A tabela 8 apresenta o resumo dos resultados dos cruzamentos realizados,
como foi o desenvolvimento das plântulas híbridas obtidas e o encaminhamento
dado às plântulas sobreviventes.
91
Tabela 8: Genitores e acessos envolvidos nos cruzamentos, porcentagem de
viabilidade do grão-de-pólen dos genitores por coloração (VPPC) e germinação
(VPPG), porcentagem viabilidade do grão-de-pólen dos híbridos por coloração
(VPH), número de segmentos de frutos produzidos por cruzamento (NSF), número
de híbridos confirmados (NH), desenvolvimento das plântulas híbridas: falta de
sincronia de florescimento entre os genitores (FSG), baixa qualidade das flores dos
genitores (BQG), aborto do embrião (AE), morte nos estágios iniciais de
desenvolvimento das plântulas (MEI), material cultivado in vitro (IV), plântulas com
bom desenvolvimento (PBD) e encaminhamento dos híbridos ao pré-melhoramento
(EPM).
Genitores
Acessos
% VPPC
% VPPG
% (VPH)
NSF
NH
Híbridos
EPM
A. ipaënsis
1
K 30076
94,55
78,95
-
10
0
MEI
não
A. ipaënsis
2
K 30076
94,37
83,75
5,4
39
3
PBD
sim
A. gregoryi
1
V 14753
93,9
75,75
43,6
24
2
MEI
sim
A. gregoryi
1
V 14767
95,25
81,3
-
30
0
MEI
não
A. gregoryi
1
V 14962
84,57
73,8
-
6
0
FSG/MEI
não
A. magna
1
V 13761
94,17
84,1
-
0
0
FSG/BQG
não
A. magna
1
V 13765
96,62
72,15
-
8
0
BQS/MEI
não
A. magna
1
V 14724
98,62
72,15
10,45
4
2
PBD
sim
A. magna
1
K 30097
99,17
82,45
7,12
11
4
PBD
sim
A. cruziana
1
Wi 1302-2
98,37
87,4
5,22
36
3
PBD
sim
A. williamsii
1
Wi 1118
97,65
79,35
2,6
28
10
PBD
sim
A. valida
1
V 13514
71,92
60,05
5,45
36
11
PBD
sim
A. batizocoi
1
K 9484
89,6
86,2
Nf
61
1
IV/MEI
sim
A. krapovickasii
1
Wi 1291
93,7
86,15
0,4
19
2
MEI
sim
A. hoehnei
1
K 30006
90,2
78,85
12
59
1
IV/MEI
sim
A. hoehnei
1
V 9094
-
-
-
0
0
FSG/BQG
não
A. hoehnei
2
V 13985
93,85
82,1
Nf
34
19
PBD
sim
A. benensis
2
K 35005
93,8
86,55
0,6
25
1
PBD
sim
A. vallsii
1
V 7635
88,6
73,1
-
0
0
FSG/BQG
não
A. vallsii
2
V 7635
94,3
81,15
Nf
22
10
PBD
sim
A. glandulifera
1
V 13738
95,85
60,65
0,3
27
1
AE/PBD
sim
A. hypogaea "tipo Xingu"
2
V 12549
62,8
50,25
-
3
0
FSG
não
A. hypogaea var. aequatoriana
2
Mf 1678
76,82
69,25
Nf
46
4
AE/MEI
sim
A. hypogaea var. fastigiata
2
cv Tatu
69,57
57,75
Nf
31
1
AE/MEI
sim
A. hypogaea var. hirsuta
2
Mf 1538
90,95
72,85
Nf
13
1
AE/MEI
sim
A. hypogaea var. hypogaea
2
V 12548
83,27
72,65
-
11
0
AE/MEI
não
A. hypogaea var. peruviana
2
Mf 1560
88,12
74,95
-
1
0
FSG/BQG/MEI
não
A. hypogaea var. vulgaris
2
cv Tatuí
88,15
72,25
-
39
0
AE/MEI
não
A. monticola
2
Sj 2775
90,9
82,3
-
10
0
AE/MEI
não
A. monticola
2
V 14165
81,1
78,3
-
8
0
AE/MEI
não
A. palustris
2
V 13023
86,1
75,85
-
18
0
MEI
sim
92
Genitores
Acessos
% VPPC
% VPPG
% (VPH)
NSF
NH
Híbridos
EPM
A. diogoi
1
Vp 5000
90,27
68,5
-
4
0
FSG
não
A. diogoi
2
Vp 5000
95,45
88
Nf
20
3
PBD
sim
A. duranensis
1
V 14167
87,95
82,2
-
0
0
FSG/BQG
não
A. duranensis
2
V 14167
91,55
82,35
Nf
32
1
MEI
não
A. helodes
2
V 6325
46,75
41,7
Nf
22
3
PBD
sim
A. kuhlmannii
2
V 13779
74,97
67,25
4,8
24
12
PBD
sim
A. kempff-mercadoi
2
V 13250
61,92
41,9
Nf
17
7
PBD
sim
A. microsperma
2
V 14042
95,4
86,1
Nf
8
8
PBD
sim
A. schininii
1
V 9923
97,17
87,45
Nf
5
1
PBD
sim
A. schininii
2
V 9923
92,25
77,9
Nf
14
11
PBD
sim
A. stenosperma
1
V 10309
92,75
84,95
-
0
0
FSQ/BQG
não
A. stenosperma
2
V 10309
84,22
78,9
Nf
27
16
MEI
não
A. simpsonii
2
V 13728
81,42
66,95
Nf
18
2
PBD
sim
A. villosa
1
V 14309
93,97
84,2
Nf
4
4
PBD
sim
A. paraguariensis
2
V 7677
87,5
79,45
-
8
0
AE/MEI
não
1
primeiro ano de cruzamento 2006/2007.
2
segundo ano de cruzamento 2007/2008.
Nf= não houve florescimento.
Grupo 1 em vermelho ( % de sucesso de 17,1 – 11,9)
Grupo 2 em verde (% de sucesso de 9,6 – 5,4)
Grupo 3 em azul (% de sucesso de 3,6 – 1,7)
Grupo 4 materiais que não se estabeleceram não sendo possível confirmar seu caráter híbrido
6.3- ANÁLISE MOLECULAR
Na análise molecular, foi estimada a diversidade alélica entre 96 acessos
pertencentes a 35 diferentes espécies do gênero Arachis.
Os marcadores utilizados foram desenvolvidos para A. hypogaea, mas a alta
diversidade alélica encontrada, para a maioria dos locos, demonstra que houve
uma alta transferibilidade da maior parte dos marcadores para as diferentes
espécies analisadas.
O nível de polimorfismo de cada marcador foi estimado pelo cálculo de
número de alelos e genótipos por loco, heterozigosidade esperada e observada e
pelos valores do conteúdo informativo de polimorfismo/PIC (Tabela 9). O número
de alelos por loco foi bastante variável, com média de 21,63, variando de três
alelos no marcador GI-338 a 42 no marcador TC7H11.
93
Tabela 9: Número de indivíduos analisados (N), número de alelos (NA),
heterozigosidade esperada (He), heterozigosidade observada (Ho) e conteúdo
informativo de polimorfismo (PIC), encontrados para cada um dos 30 locos
microssatélites analisados em 96 acessos de Arachis spp.
Loco
N
NA
He
Ho
PIC
TC3E02
37
23
0,9379
0,4054
0,9379
TC7G10
67
39
0,9590
0,5074
0,9590
AC2H11
91
22
0,8840
0,1310
0,8840
TC6E01
94
22
0,9216
0,1489
0,9216
RN2C06
93
10
0,5708
0,1182
0,5708
TC1A02
78
27
0,9540
0,1025
0,9540
GI-1107
60
21
0,7886
0,0666
0,7886
TC6H03
94
30
0,9451
0,1808
0,9451
RN22G07
92
7
0,2934
0,0217
0,2934
TC11A02
78
16
0,8968
0,1410
0,8968
TC4F12
23
10
0,8657
0,0000
0,8657
TC7A02
92
37
0,9607
0,2391
0,9607
GI-832
85
13
0,8217
0,1058
0,8217
GI-338
75
3
0,4989
0,0533
0,4989
TC7E04
60
19
0,9369
0,0333
0,9369
TC2A02
87
37
0,9616
0,1494
0,9616
TC7H11
85
42
0,9681
0,2588
0,9681
TC1D02
93
18
0,9323
0,1397
0,9323
GI-342
89
30
0,9511
0,1910
0,9511
TC2B09
75
15
0,8798
0,1733
0,8798
AC2B03
73
26
0,9341
0,1506
0,9341
RI1F06
80
26
0,9469
0,2000
0,9469
TC9F10
89
25
0,9122
0,3707
0,9122
TC6G09
95
18
0,9154
0,0631
0,9154
TC3H02
11
5
0,7792
0,0000
0,7792
TC11A04
84
28
0,9507
0,1428
0,9507
TC7C06
96
26
0,9122
0,0104
0,9122
TC1E01
69
38
0,9641
0,2463
0,9641
TC11H06
11
8
0,9004
0,0000
0,9004
RN8C09
77
8
0,4978
0,0129
0,4978
média
74,4333
21,6333
0,8547
0,1455
0,8547
Na maioria, os valores de heterozigosidade esperada foram superiores a
0,49, sendo a média de 0,85. Considerando que valores próximos a 1,0 indicam
alto nível de indivíduos heterozigotos e o fato de que as espécies de Arachis serem
consideradas predominantemente autógamas, esses valores indicam que os
materiais das espécies silvestres podem contribuir significativamente para ampliar
a base genética do amendoim.
94
Os valores do PIC refletem a diversidade e freqüência alélica entre os
acessos (Blair et al., 2002). Os locos estudados mostram elevados valores com
média de 0,85, ideais para serem utilizados em testes de paternidade e/ou
identidade, podendo ser explicados pela utilização de marcadores muito
informativos (Akkaya & Buyukunal-Bal, 2004) ou pelo uso de diversas espécies
silvestres que possuem uma grande variabilidade genética.
Os valores de heterozigosidade observada para os locos TC3H02, TC4F12,
e TC11H06 foram iguais a zero, talvez devido a baixa transferibilidade desses locos
para as espécies em pauta.
A distância genética dos 96 acessos, foi estimada entre 0 a 0,65. A partir da
matriz de distância genética, foi construído o dendrograma baseado no método
UPGMA (Figura 38). A consistência do agrupamento foi testada pelo coeficiente de
correlação cofenético ou Coeficiente de Correlação de Mantel (r) gerando um valor
de 0,816. Logo, a matriz cofenética e a matriz de distâncias genéticas mostraram
uma correlação significativa de 81,6%. Os dados obtidos mostraram uma
separação consistente das espécies, de acordo com os genomas a elas atribuídos.
De modo geral, os acessos pertencentes a uma mesma espécie tenderam a se
agrupar.
Foram obtidos nove grupos principais:
O primeiro e grande grupo corresponde às espécies em geral associadas na
literatura ao genoma B de A. hypogaea, com a adição de A. glandulifera, portadora
do genoma D (Stalker, 1991; Robledo et al., 2008), e com duas exceções, de difícil
explicação: a inclusão, neste grupo, de A. duranensis, espécie vinculada ao
genoma A, e a exclusão de três acessos de A. magna.
Este grupo comporta três subgrupos, o primeiro reunindo 12 dos 13 acessos
de A. gregoryi, um dos quais (V 14960) representativo da população de origem de
seu typus (faltando o acesso V 14760), os cinco de A. valida e o único existente de
A. ipaënsis, além de dois dos 13 acessos de A. magna (V 13748 e 14750).
O agrupamento de A. gregoryi e A. valida junto a A. ipaënsis, que, por sua
vez, se vincula aos dois acessos de A. magna, mostra a proximidade entre essas
espécies, o que pode ser de utilidade para ampliar a base de espécies do genoma
95
B na introgressão de genes de interesse para o amendoim. A presença do conjunto
de acessos de A. valida chama a atenção, pois a proximidade com A. ipaënsis era
esperada, mas ainda não havia sido confirmada.
No segundo subgrupo, encontram-se os dois acessos utilizados de A.
cruziana, que apresentaram valores de bootstrap de 100. Possivelmente, estes
dois materiais, recebidos do exterior com as designações Wi 1302-2 e Wi 1302-3,
apenas se tratem de progênies de dois indivíduos distintos, mas sem maiores
diferenças, originários da mesma população Wi 1302, aos quais apenas foram
atribuídas as terminações -2 e -3 para indicar a numeração dos respectivos vasos
de multiplicação.
Associados a A. cruziana aparecem um dos acessos de A. hoehnei (V 7612)
e o acesso de A. duranensis, a espécie hoje considerada mais intimamente
associada ao genoma A de A. hypogaea. É difícil explicar a inserção deste último
acesso no subgrupo e mesmo no grupo, onde não há outros representantes de
espécies vinculadas ao genoma A.
Por sua vez, o acesso V 7612 de A. hoehnei foi originalmente coletado, em
1984, no local de um antigo canteiro de uma área experimental, em Campo
Grande, Mato Grosso do Sul, que havia sido abandonada, após vários anos de
utilização. De acordo com um croqui disponível, o local deveria corresponder ao
canteiro onde havia sido multiplicado o acesso típico de A. hoehnei (K 30006), a
partir de uma amostra de sementes deixada para a atual Embrapa Gado de Corte,
pelos coletores, em 1976. Como não houve agrupamento desse acesso com os
demais acessos de A. hoehnei e, então, não se pode ter certeza absoluta de que
realmente corresponda ao acesso K 30006, embora sejam morfologicamente
similares, o material disponível do acesso V 7612 deverá ter sua identificação
taxonômica minuciosamente revisada.
O terceiro subgrupo é dominado por oito dos 13 acessos de A. magna,
incluindo a população de origem de seu typus (K 30097), mas ainda abrigam os
acessos de A. williamsii, A. batizocoi, A. krapovickasii e o acesso V 14760 de A.
gregoryi, além de A. benensis e A. glandulifera. Esta última espécie teve seu
genoma designado como distinto (genoma D), devido à presença de vários pares
96
de cromossomos subtelocêntricos e características bastante distintivas, quando
analisada por FISH (Stalker, 1991; Fernández & Krapovickas, 1994; Robledo &
Seijo, 2008). No entanto, se analisada por marcadores moleculares não vinculados
a cromossomos específicos, tende a sempre agrupar-se com o grupo de espécies
bolivianas A. batizocoi, A. cruziana e A. krapovickasii (Gimenes et al., 2002b;
Santos et al., 2003; Moretzsohn et al., 2004; Milla et al., 2005; Tallury et al., 2005),
de onde pode ter-se originado ao longo de um processo de fixação de alterações
cromossômicas.
Arachis benensis é a espécie mais peculiar deste primeiro grupo, pois
mostra o cromossomo satelitado de tipo 9 (Fernández & Krapovickas, 1994),
característico das espécies da secção Procumbentes. Todavia, sua inserção no
grupo é coerente com a classificação original na secção Arachis (Krapovickas &
Gregory, 1994), associada à presença de 2n=2x=20 e à ausência do par pequeno
de cromossomos, denominado por Husted (1933) como par A (Fernández &
Krapovickas, 1994), características que a vinculam a todas as espécies arroladas
no primeiro grupo.
O segundo grupo é composto pelos acessos tetraplóides, que incluem os
representantes das seis variedades botânicas de A. hypogaea, mais os de raças
locais desta espécie, com variedades botânicas ainda não confirmadas, cultivadas
por indígenas brasileiros no Mato Grosso, e A. monticola, espécie que pode estar
envolvida na origem e domesticação do amendoim (Lavia et al., 2008). O grupo se
mostrou muito consistente, com bootstrap de 54,70. Os acessos de A. hypogaea
evidenciaram forte afinidade de suas seis diferentes variedades botânicas, entre si
e com três tipos indígenas brasileiros, identificados, em estudo recente de
caracterização de sua diversidade, como Kayabi branco, Nambikwara e Xingú
(Freitas et al., 2007). O acesso de A. monticola destacou-se do conjunto de
acessos de A. hypogaea, com distância genética em torno de 0,58.
O terceiro grupo é formado por seis dos sete acessos de A. hoehnei, com
bootstrap de 40,70. Entre eles, encontra-se o acesso correspondente à população
de origem do typus da espécie (K 30006). Como comentado acima, o único acesso
de A. hoehnei que ficou fora desse grupo foi V 7612, localizado no primeiro grupo.
97
Originalmente alocada na secção Arachis (Krapovickas & Gregory, 1994),
esta espécie, com 2n=2x=20 cromossomos, foi caracterizada como não portadora
do par de cromossomos A (Fernández & Krapovickas, 1994), o que, de modo
simplista, a colocaria entre aquelas mais associadas ao genoma B de A. hypogaea
(Holbrook & Stalker, 2003; Milla et al., 2005). Estudos genéticos baseados em
marcadores microssatélites e AFLP apoiaram esta classificação (Moretzsohn et al.,
2004; Tallury et al., 2005). Porém, análises da filogenia do gênero Arachis
baseados em ITS (Bechara, 2001) e em seqüências trnT-F (Tallury et al., 2005)
posicionam a espécie como mais associada àquelas com o par A (Cunha et al.,
2008). Diante dessas incongruências, a espécie ainda não teve seu genoma
definitivamente confirmado e os acessos identificados por este nome necessitam
de mais estudos, inclusive para verificar se são, realmente, conspecíficos.
O quarto grupo engloba três acessos de A. magna (V 13751, V 13765 e V
14707). Os dois últimos correspondem a coletas realizadas em épocas diferentes,
mas no mesmo local, no município de Cáceres – MT, e representam a população
mais oriental que se conhece da espécie. No entanto, o acesso V 13751 foi
coletado bastante próximo de outro que se enquadra no primeiro grupo (V 13748).
Os 13 acessos analisados de A. magna se mostraram heterogêneos e talvez não
sejam todos conspecíficos, enquanto os 13 de A. gregoryi, mesmo com o
distanciamento do acesso V14760, se mostraram bastante mais coesos.
No quinto grupo, com bootstrap de 40,80, estão os acessos de A. decora, A.
palustris e A. praecox, as três espécies da secção Arachis que apresentam
2n=2x=18 cromossomos (Lavia, 1996, 1998; Peñaloza & Valls, 1997). Enquanto os
acessos das duas primeiras, originários de Goiás e Tocantins, se mostraram mais
próximos, A. praecox, do Mato Grosso, situou-se distante, o que poderia ser
explicado pela disjunção de mais de 1000 km entre esta e as outras duas espécies.
Estudos baseados em marcadores moleculares têm situado as espécies com x=9,
alternativamente, mais próximo daquelas associadas ao genoma A de A.
hypogaea, ou a seu genoma B (Creste et al., 2005; Milla et al., 2005).
No sexto grupo, próximos às espécies com 18 cromossomos situam-se os
dois acessos de A. vallsii. Esta espécie foi originalmente descrita como pertencente
98
à secção Procumbentes (Krapovickas & Gregory, 1994). Porém, sua permanência
nessa secção passou a ser contestada a partir de características exomorfológicas,
por dados citogenéticos e por cruzamentos eventualmente inviáveis com outras
espécies da mesma secção (Lavia, 1999, 2001; Peñaloza, 2003). Uma ampla
análise de sua cruzabilidade interespecífica e interseccional mostrou que a espécie
forma híbridos com representantes de todos os subgrupos da secção Arachis,
inclusive com o amendoim e A. monticola, embasando, então, a sugestão de sua
localização mais adequada na secção Arachis (Rodrigues, 2006), mais
recentemente reforçada por Lavia et al., (2008). Entretanto, esta espécie, que não
possui o par pequeno de cromossomos, não se mostrou próxima ao grupo
daquelas mais associadas ao genoma B do amendoim. Ao contrário, ficou em
situação mais próxima à das espécies com o par A, que formaram o grupo
seguinte.
O sétimo grupo reúne a maioria das espécies analisadas possuidoras do par
A, normalmente associadas ao genoma A do amendoim, embora também entre
elas haja subgrupos, definidos pelas similaridades e diferenças citológicas em
relação aos cromossomos que compõe o genoma A do amendoim, observadas
com FISH (Robledo et al., 2009). As relações de distância genética demonstradas
no presente trabalho não permitem a visualização das espécies nessas mesmas
três categorias. Além disto, A. duranensis situou-se, inexplicavelmente, fora deste
sexto grupo, ficando no primeiro grupo descrito, o que contrasta fortemente com
sua proximidade citogenética com A. villosa e A. schininii, reconhecida por Robledo
et al., (2009), na constituição do subgrupo de espécies citogenéticamente
associadas “da Bacia do Rio da Prata”.
Enquanto A. stenosperma, com ampla área de ocorrência e longa disjunção
entre o Brasil Central e o litoral Atlântico, com fortes evidências de utilização sob
cultivo por populações indígenas em tempos remotos (Custodio, 2005), mostrou
boa coesão de seus acessos, A. kuhlmannii, de área mais restrita, mostrou-se mais
heterogênea. A análise de acessos de A. kuhlmannii por meio de descritores
morfológicos, citogenéticos e moleculares (RAPD), realizada por Fávero (1999), já
havia evidenciado a formação de três agrupamentos bem distintos, indicando que
99
os materiais atualmente chamados de A. kuhlmannii poderiam corresponder a mais
que uma espécie. É possível, mesmo, que alguns dos acessos do município de
Cáceres – MT identificados como A. kuhlmannii sejam, na realidade,
representantes de A. stenosperma, necessitando de melhor caracterização. Os
dados moleculares aqui obtidos corroboram as conclusões de Fávero (1999).
Três outros acessos de A. kuhlmannii formaram com A. kempff-mercadoi, o
oitavo grupo. Observe-se que A. kuhlmannii se aproximou tanto de A. stenosperma,
A. diogoi e A. helodes, do subgrupo citológico que Robledo et al. (2009)
denominam “do Pantanal”, quanto de A. cardenasii e A. kempff-mercadoi, espécies
alocadas a outro subgrupo citológico, o “Chiquitano”.
No nono grupo, foram reunidos os acessos da secção Procumbentes, A.
lignosa, A. matiensis e A. pflugeae e, da secção Erectoides, A. paraguariensis e A.
stenophylla. Não houve uma clara separação entre as espécies dessas duas
secções. Por fim, A. kretschmeri, da secção Procumbentes, situou-se à parte, no
que seria um nono grupo, com apenas um acesso.
Em vista do principal objetivo deste trabalho ser o conhecimento das
relações de afinidade de A. gregoryi com outras espécies da secção Arachis, ficou
evidente a coesão de seus acessos, bem maior que a de um mesmo número de
acessos da espécie simpátrica A. magna. Também ficou evidente a estreita
associação de A. gregoryi com A. ipaënsis e A. valida, e, em menor grau, com A.
magna, cujos acessos mostraram-se heterogêneos.
Apesar de também serem diplóides com 2n=20 e sem o par pequeno de
cromossomos, A. williamsii, A. batizocoi, A. krapovickasii, A. glandulifera, A.
benensis e A. vallsii situaram-se mais distantes do conjunto de acessos de A.
gregoryi. A localização de A. cruziana ficou duvidosa, uma vez que esta espécie,
na maioria das análises, tem-se associado estreitamente a A. batizocoi e A.
krapovickasii. Entretanto, sua proximidade com A. gregoryi é conseqüência de ter-
se integrado em um subgrupo anômalo do primeiro grupo, que estranhamente
compartilha com um acesso isolado de A. hoehnei (que aparentemente estaria
melhor no quinto grupo) e A. duranensis (que estaria melhor situado no sexto
grupo).
100
Arachis ipaënsis mostra plena similaridade citogenética com o genoma B do
amendoim (Kochert et al., 1996; Seijo et al., 2004, 2007; Fávero et al., 2006).
Porém, só existe um acesso de germoplasma desta espécie, coletado de uma
pequena colônia de plantas em um lugar restrito da Bolívia. A proximidade com A.
ipaënsis, mostrada por A. gregoryi, e a disponibilidade de muitos acessos bastante
coesos, oriundos de uma ampla área geográfica no Brasil, fronteiriça à Bolívia,
permitindo prever sua ocorrência também naquele país, com mais populações,
abre novas possibilidades para a incorporação de genes úteis de espécies mais
associadas ao genoma B do amendoim, a partir de um número significativo de
acessos.
Além disto, ficou clara a estreita associação de A. valida, do Mato Grosso do
Sul, a A. gregoryi e A. ipaënsis, o que ainda enriquece mais o número de acessos
com utilidade potencial para inclusão em ações de pré-melhoramento voltadas ao
melhoramento de A. hypogaea.
101
Figura 38: Dendograma baseado em diversidade alélica, mostrando o agrupamento
de 96 acessos de Arachis.
Coeficiente
0.15
0.29
0.42
0.55
0.69
A. ipaënsis K30076
A. magna V14750
A. magna V13748
A. gregoryi V6389
A. gregoryi V14957
A. gregoryi V14728
A. gregoryi V14735
A. gregoryi V14739
A. gregoryi V14740
A. gregoryi V14960
A. valida V15096
A. valida V9153
A. valida V13516
A. valida V9157
A. valida V13514
A. gregoryi V14962
A. gregoryi V14743
A. gregoryi V14753
A. gregoryi V14765
A. gregoryi V14767
A. cruziana Wi1302-2
A. cruziana Wi1302-3
A. hoehnei V7612
A. duranensis V14167
A. magna K30097-o
A. magna V6396
A. gregoryi V14760
A. williamsii Wi1118
A. batizocoi K9484
A. batizocoi K9484-mut
A. magna V13761
A. magna V13761-c
A. magna V13761-y
A. magna V14727
A. magna V14724
A. magna V14744
A. benensis K35005
A. krapovickasii Wi1291
A. glandulifera V13738
A. glandulifera V14730
A. hypogaea Of101
A. hypogaea Of117
A. hypogaea V12549
A. hypogaea V12548
A. hypogaea V13390
A. hypogaea Mf1560
A. hypogaea Mf1678
A. hypogaea Mf1538
cv Tatu
cv Tatuí
A. monticola Se2775
A. hoehnei K30006
A. hoehnei V9094
A. hoehnei V13985
A. hoehnei V9140
A. hoehnei V14547
A. hoehnei V9146
A. magna V13765
A. magna V14707
A. magna V13751
A. decora V13290
A. palustris V14156
A. palustris V13023
A. decora V13307
A. decora V9955
A. praecox V6416
A. vallsii V7635
A. vallsii V13515
A. stenosperma V10309
A. stenosperma V14455
A. stenosperma Sv3042
A. stenosperma V7805-AR
A. stenosperma V9017
A. kuhlmannii V9235
A. kuhlmannii V9479
A. stenosperma W421
A. kuhlmannii V14691
A. villosa V14309
A. microsperma V135545
A. schininii V9923
A. cardenasii K10017
A. diogoi VP5000
A. helodes V10470
A. helodes V6324
A. helodes V6325
A. kuhlmannii V13779
A. kempff-mercadoi V13250
A. kuhlmannii V8887
A. kuhlmannii V6352
A. kuhlmannii V6380
A. matiensis V13716
A. lignosa V13570
A. stenophylla V14050
A. paraguariensis V7677
A. pflugeae V14050
A. kretschmeri V14555
25,9
39,7
18,5
41,1
14,0
13,5
100
9,20
22,9
50,9
92,7
22,3
16,5
52,9
27,9
38,2
40,8
43,2
43,1
33,1
2,0
24,5
100
42,3
29,3
43,3
47,8
37,8
40,7
98,9
50,8
28,8
56,6
51,8
31,8
48,4
100
13,5
35,7
39,6
75,5
20,8
3,30
7,20
3,30
24,4
35,7
31,3
20,5
38,6
100
13,6
8,40
23,2
20,4
102
6.4- HIBRIDIZAÇÃO IN SITU POR FLUORESCÊNCIA – FISH
A análise de hibridização in situ por fluorescência (FISH) envolveu 12
acessos brasileiros de cinco espécies da secção taxonômica típica do gênero
Arachis (Tabela 10). Os acessos de A. gregoryi e A magna foram selecionados
conforme sua distribuição geográfica, procurando-se estudar aqueles mais
eqüidistantes e, para A. magna, alguns intermediários.
Para cada um dos acessos, procurou-se documentar o número de sítios
5S e 45S, o número de sítios sintênicos, o número de cromossomos com bandas
centroméricas e identificar outras bandas que eventualmente pudessem
aparecer.
Tabela 10: Acessos da secção Arachis analisados por hibridização in situ por
fluorescência (FISH), número de sítios 45S e 5S, número de cromossomos
sintênicos (45S/5S), número de cromossomos com bandas DAPI. Para fins de
comparação, acrescentam-se dados da literatura referentes às espécies com o
nome entre colchetes.
Espécies
N° sítios
45S
N° sítios
5S
Cromossomos
sintênicos
N° cromossomos
com bandas DAPI
A. glandulifera V 14730
8
2[+2?]
0
16[?]
[A. glandulifera] (Robledo et al., 2008)
10
2
0
16
[A. ipaënsis] (Seijo et al., 2004)
6
2
2
0
A. valida V 9153
6
2
2
0
A. valida V 13514
6
2
2
2
A. magna V 14724
6
2
2
0
A. magna V 13765
4
2
[?]
0
A. magna V 14727
2
2
2
0
A. magna V 13748
2
2
[?]
0
A. magna V 14750
2
[?]
[?]
0
A. gregoryi V 14743
2
2
0
0
A. gregoryi V 14957
2
2
0
0
A. gregoryi V 6389
2
2
0
0
[A. wiliamsii] (Seijo et al., 2004)
2
2
0
0
[A. batizocoi] (Seijo et al., 2004)
6
2
0
18
A. hoehnei V 9146
4
4
4
20
103
O número cromossômico 2n=2x=20, que já havia sido contado em A.
gregoryi V 6389 (Peñaloza & Valls, 2005) e para outros acessos das demais
espécies (Fernández & Krapovickas, 1994; Lavia et al., 2008), foi confirmado
para os 12 acessos analisados (Figuras 39 e 40).
104
Figura 39: Acessos de Arachis analisados por hibridização in situ por
fluorescência (FISH). Em verde sítios 5S; em vermelho sítios 45S.
105
Figura 40: Acessos de Arachis analisados por hibridização in situ por
fluorescência (FISH). Em verde, sítios 5S; em vermelho, sítios 45S.
Comparando-se os materiais analisados, em função da ocorrência das
bandas 45S, 5S e DAPI, fica evidente a peculiaridade de A. glandulifera em
relação aos outros 11 acessos. Arachis glandulifera V 14730, cuja população de
origem é localizada em Vila Bela da Santíssima Trindade, no Mato Grosso,
próximo à fronteira Brasil-Bolívia, mostrou oito sítios 45S, tendo um par ativo
heteromórfico (ou seja, um dos cromossomos homólogos não apresenta a
mesma característica), dois sítios 5S bem visíveis e, possivelmente, mais dois
106
que não são tão distinguíveis, e sete pares de cromossomos com bandas
heterocromáticas DAPI, distribuídas pelo centrômero, satélites e em regiões
intersticiais de cromossomos, ou seja, eventualmente com mais de uma banda
por cromossomo. Este acesso mostra um padrão de bandas muito semelhante
ao reportado por Robledo & Seijo (2008), que analisaram três acessos bolivianos
de A. glandulifera. Nos acessos analisados por Robledo & Seijo (2008), foram
encontrados dois pares de cromossomos sem bandas DAPI e, no acesso
brasileiro aqui analisado, há dois ou três pares sem tais bandas.
Como descrito por Robledo & Seijo (2008) A. glandulifera apresenta o
maior número de sítios 45S já documentado em qualquer espécie diplóide de
Arachis. A análise do acesso brasileiro de A. glandulifera também mostrou o
maior número de sítios 45S entre as demais espécies aqui analisadas. Nota-se
também a ocorrência de blocos de heterocromatina pericentroméricos e
intersticiais nos cromossomos subtelocêntricos.
Arachis glandulifera foi classificada como portadora de um genoma
peculiar, denominado genoma D, devido ao seu cariótipo assimétrico que
envolve inversões e translocações pericêntricas (Stalker, 1991; Robledo & Seijo,
2008). Porém, análises com marcadores moleculares mostram que existe uma
forte relação dessa espécie com algumas daquelas mais associadas ao genoma
B de A. hypogaea (Moretzsohn et al., 2004; Milla et al., 2005; Tallury et al.,
2005). Todavia, cada um dos trabalhos citados indica proximidade com espécies
diferentes. Para Robledo & Seijo (2008) a espécie apresenta maior afinidade
citogenética com A. batizocoi, ainda que existam muitas diferenças entre seus
cariótipos. Portanto, o relacionamento de A. glandulifera com outras espécies do
genoma B ainda não está bem compreendido.
O acesso de A. hoehnei mostrou quatro sítios 45S e quatro 5S, em dois
pares de cromossomos sintênicos, e bandas DAPI centroméricas em todos os
cromossomos. O acesso apresentou um par de cromossomos menor que os
demais, mas que não se comporta como o par A, com seu bloco de
heterocromatina característico, típico das espécies de genoma A. O padrão de
bandas centroméricas o aproxima de A. batizocoi, conforme descrito por Seijo et
107
al. (2004). Com o resultado da pesquisa atual, fica evidente que a classificação
de A. hoehnei ainda gera dúvidas, ainda podendo haver, entre seus acessos,
pelo menos dois tipos de materiais, morfologicamente muito próximos, mas com
diferenças citogenéticas significativas, que podem determinar a segregação dos
acessos em espécies distintas.
Dois acessos de A. valida foram analisados, apresentando bandas muito
semelhantes, com seis sítios 45S e dois sítios 5S, havendo sintenia de sítios
45S e 5S em um par de cromossomos. Os acessos não apresentam bandas
centroméricas DAPI, embora haja a possibilidade da presença de uma banda
heterocromática telomérica no acesso V 13514. Como este acesso mostra dois
pares de cromossomos com satélites e o centrômero alongado pode dificultar a
interpretação dos elementos visualizados nas preparações mitóticas, este
material precisa ser melhor estudado. Todavia, pelas demais características, os
acessos de A. valida são os que produziram os resultados de FISH mais
similares aos de A. ipaënsis, que mostra três pares de cromossomos com
bandas 45S, um deles sintênico, também com bandas 5S e não tem bandas
heterocromáticas centroméricas (Seijo et al., 2004).
Dos cinco acessos analisados de A. magna, nenhum mostrou bandas
heterocromáticas DAPI e todos apresentaram dois sítios 5S, em um par de
cromossomos. A observação de sítios 45S merece aprofundamento, mas foi
possível perceber variação entre acessos nesta espécie. Três dos acessos (V
13748, V 14727 e V 14750) mostraram dois sítios 45S, o acesso V 13765
apresentou quatro sítios, enquanto V 14724 mostrou seis sítios 45S, com a
mesma sintenia de sítios 45S e 5S documentada em A. ipaënsis. É interessante
salientar que este último acesso, determinado como A. magna, mas que mais se
assemelha a A. ipaënsis por FISH, é o único sem cerdas nas estípulas, sendo
esta uma das características morfológicas diagnósticas para separar A. ipaënsis
de A. magna. Também parece interessante lembrar que A. batizocoi mostra o
mesmo número de sítios 45S e 5S de A. ipaënsis, mas sem cromossomos
sintênicos e ainda com bandas heterocromáticas DAPI em 18 de seus 20
108
cromossomos (Seijo et al., 2004), situação que, a não ser pelo par B-4, afasta
seu cariótipo do de A. hypogaea.
Os três acessos de A. gregoryi mostraram-se uniformes, todos com duas
bandas 5S e duas bandas 45S, sem sintenia. Foram encontradas aparentes
bandas DAPI centroméricas, de sinais muito fracos, em alguns cromossomos do
acesso V 6389. Porém, como esses sinais são bastante débeis, seu
aparecimento pode ser um mero artefato, devido a um excesso de digestão com
proteinase K. Desta forma, é possível classificar os acessos de A. gregoryi,
juntamente com as espécies associadas ao genoma B do amendoim, com maior
similaridade a A. williamsii (Seijo et al., 2004) que com outras espécies já
analisadas desse grupo.
109
7- CONCLUSÕES
Arachis gregoryi mostrou cruzabilidade com várias espécies da secção
Arachis associadas, em maior ou menor grau ao genoma B de A. hypogaea,
mas vinculou-se mais estreitamente, por marcadores moleculares e FISH, ao
grupo de espécies mais próximas do genoma B, composto por A. ipaënsis, A.
magna, A. valida e A. williamsii.
Arachis gregoryi apresenta diferenças significativas com sua espécie
simpátrica A. magna o que permite afirmar que se tratam de espécies diferentes
e que devem ser mantidas em classificação taxonômica de espécie distintas.
A análise molecular de representantes de todo o germoplasma disponível
de Arachis gregoryi deixou evidente a forte coesão de seus acessos, bem maior
que a de um mesmo número de acessos da espécie simpátrica e
morfologicamente próxima A. magna, cujos acessos também se mostraram
heterogêneos na análise por FISH.
A similaridade mostrada por A. gregoryi com A. ipaënsis abre novas
possibilidades para a incorporação de genes úteis das espécies silvestres, a
partir de um número ampliado de acessos.
Além disto, ficou evidente, pela integração dos dados moleculares, de
cruzamentos e citogenéticos, a estreita associação de A. valida, A. gregoryi e A.
ipaënsis, o que expande, ainda mais, o número de acessos disponíveis com
utilidade potencial para inclusão em ações voltadas ao melhoramento de A.
hypogaea.
Quanto ao conjunto mais amplo de espécies diplóides da secção Arachis
sem o par A, A.gregoryi formou híbridos com representantes de cada um de
seus subgrupos, que gravitam em torno de A. ipaënsis (relação mais próxima),
A. batizocoi, A. hoehnei, A. benensis, A. vallsii e A. palustris, mas sua afinidade
decresce, a partir de marcadores moleculares, praticamente conforme a mesma
sequência, à exceção de A. benensis, em que as relações com A. gregoryi se
110
mostraram similares com aquelas evidenciadas com o grupo mais associado a
A. batizocoi.
A relativa facilidade de formação de híbridos de A. gregoryi com espécies
associadas ao genoma A de A. hypogaea abre novas perspectivas para a
produção de anfidiplóides sintéticos para incorporação ao melhoramento do
amendoim.
Os resultados obtidos sobre as relações de A. gregoryi com A. hoehnei
reforçam observações deste e de outros trabalhos quanto à provável
heterogeneidade dos acessos hoje reunidos sob esta segunda espécie.
111
8- BIBLIOGRAFIA
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35, 1985.
VALLS, J.F.M. A biodiversidade e o melhoramento de plantas. In: Congresso
Brasileiro de Melhoramento de Plantas, 2, 2003, Porto Seguro. Mesas
Redondas... Porto Seguro: Sociedade Brasileira de Melhoramento de
Plantas,. CD-ROM. 6p. [Mesa Redonda 4 – Biodiversidade], 2003.
VALLS, J.F.M.; SIMPSON, C.E. New species of Arachis (Leguminosae) from
Brazil, Paraguay and Bolivia. Bonplandia, v.14, n.1-2, p.35-63, 2005.
127
VALLS, J.F.M. Taxonomia do gênero Arachis à luz das investigações mais
recentes. V Encuentro Internacional de Especialistas en Arachis, Rio
Cuarto, Córdoba – Argentina, 2006.
VARMAN, P.V.; GANESAN, K.N.; MOTHILAL, A. Wild germoplasm: potential
source for resistance breeding in groundnut. Journal of Ecobiology, v.12,
n.3, p.223-223, 2000.
VEIGA, R.F. DE A.; GODOY, I.J.; SAVY FILHO, A.; GERIN, M.A.N., VALLS,
J.F.M. Descritores de amendoim (Arachis hypogaea L.) utilizados no Instituto
Agronômico. Campinas, Instituto Agronômico, Boletim Técnico, 108 21p.,
1986.
WALDRON, R.A. The peanut (Arachis hypogaea), its history, histology,
physiology and utility. Contr. Bot. Lab. Univ. Pa., n.4; p.301-338, 1919.
WILLIAMS, D.E. Aboriginal farming system provides clues to peanut evolution.
In: PICKERSGILL, B.; LOCK, J.M. Eds. Advances in legume systematics:
legumes of economic importance, Kew: Royal Botanic Gardens, p.11-17,
1996.
WRIGHT, S. Evolution and the genetics of populations vol. 4, variability within
and among natural populations. University of Chicago Press, Chicago, IL.,
1978.
128
9- ANEXO
Mapas de distribuição geográfica, das coletas realizadas em território
brasileiro, das espécies silvestres e de seus acessos usadas durante o
desenvolvimento da tese.
Figura 41 – Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos de Arachis
decora, Arachis diogoi, Arachis glandulifera e Arachis palustris no território
brasileiro.
129
Figura 42 – Mapa de distribuição geográfica das coletas do acesso de Arachis
villosa no território brasileiro.
130
Figura 43 – Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos de Arachis
hoehnei, Arachis magna e Arachis stenosperma no território brasileiro.
131
Figura 44 – Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos de Arachis
gregoryi, Arachis helodes, e Arachis vallsii no território brasileiro.
132
Figura 45 – Mapas de distribuição geográfica das coletas dos acessos de
Arachis kuhlmannii e Arachis valida no território brasileiro.
133
Figura 46 - Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos de Arachis
linearifolia, Arachis microsperma, e Arachis praecox e Arachis simpsonii no
território brasileiro.
134
Figura 47 – Mapa de distribuição geográfica das coletas dos acessos de Arachis
archeri, Arachis cryptopotamica, e Arachis douradiana e Arachis stenophylla no
território brasileiro.
135
Figura 48 – Mapa distribuição geográfica das coletas dos acessos de Arachis
brevipetiolata, Arachis hermannii, e Arachis paraguariensis no território brasileiro.
136
Figura 49 – Mapa distribuição geográfica das coletas dos acessos de Arachis
appressipila, Arachis lignosa, e Arachis matiensis no território brasileiro.
137
Figura 50 – Mapa distribuição geográfica das coletas dos acessos de Arachis
kretschmeri, Arachis pflugeae, e Arachis subcoriacea no território brasileiro.
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