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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ
CENTRO DE CIÊNCIAS
DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÂNICA E INORGÂNICA
CURSO DE PÓS – GRADUAÇÃO EM QUÍMICA
ÁREA DE CONCENTRAÇÃO: Química Orgânica
JOSÉ CLÁUDIO DIAS AGUIAR
ESTUDO FITOQUÍMICO E BIOLÓGICO DE Hymenaea courbaril L.
FORTALEZA
2009
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JOSÉ CLÁUDIO DIAS AGUIAR
ESTUDO FITOQUÍMICO E BIOLÓGICO DE Hymenaea courbaril L.
Dissertação submetida à Coordenação do
Curso de Pós-Graduação em Química da
Universidade Federal do Ceará, como requisito
parcial para obtenção do grau de Mestre em
Química.
Área de Concentração: Química Orgânica
Orientadora: Profa. Dra. Gilvandete Maria
Pinheiro Santiago
FORTALEZA
2009
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A229e Aguiar, José Cláudio Dias
Estudo fitoquímico e biológico de Hymenaea courbaril L. / José
Cláudio Dias Aguiar , 2009.
139 f; il. color. enc.
Orientadora: Profa. Dra. Gilvandete Maria Pinheiro Santiago
Área de concentração: Química Orgânica
Dissertação (mestrado) - Universidade Federal do Ceará, Centro de
Ciências. Depto. de Química Orgânica e Inorgânica, Fortaleza, 2009.
1. Hymenaea courbaril 2. Óleos essenciais 3. Isolamento de
substâncias 4. Atividades biológicas I. Santiago, Gilvandete Maria
Pinheiro (orient.) II. Universidade Federal do Ceará – Programa de
Pós-Graduação em Química Orgânica e Inorgânica III. Título
CDD 547
AGRADECIMENTOS
A Deus;
À minha mãe, Inês de Maria Dias Aguiar, que sempre tem colaborado e orientado meus
projetos de vida;
À minha noiva, Patrícia Vasconcelos Freitas, pelo carinho, paciência e companheirismo, em
todos os momentos;
Aos colegas de turma: Érica, Natália, Luciana, Isabel e Honório, pela amizade e estímulo;
Aos companheiros de Laboratório: Eduardo, Diego, Patrícia Luz, Patrícia Lavor, Tathilene,
Wagner, e, em especial, Helenicy Veras, Yana, Jackson, Jefferson e Michele Asley, pela
grande ajuda na rotina laboratorial, sendo, os dois últimos, grandes colaboradores no estudo
das técnicas experimentais e das determinações estruturais;
Aos professores do curso de Pós-Graduação em Química, pelos bons ensinamentos e,
principalmente, pelos bons exemplos e experiências de vida;
À Biblioteca Central da Universidade Federal do Ceará, pela iniciativa em elaborar um Guia
de Normalização de Trabalhos Acadêmicos, útil e prático, facilitando consultas às regras da
Associação Brasileira de Normas Técnicas (ABNT);
Aos Professores Raimundo Braz Filho e Péricles Barreto Alves, que, mesmo distantes
geograficamente, contribuíram nas determinações estruturais e no estudo dos constituintes dos
óleos essenciais, respectivamente, ambos estando próximos cientificamente desta pesquisa;
À Professora Gilvandete Maria Pinheiro Santiago, pela forma de orientação, respeito e
atenção;
Aos órgãos colaboradores CAPES e, principalmente, FUNCAP e CNPq, pelo apoio
financeiro.
RESUMO
O estudo fitoquímico de Hymenaea courbaril L., conhecida popularmente como
“jatobá”, foi realizado com as cascas dos frutos desta espécie, a qual tem aplicações em
processos inflamatórios e em distúrbios intestinais. Das cascas dos frutos maduros, foi
extraído o óleo essencial, do qual 76,17% dos constituintes foram identificados, sendo -
copaeno, o majoritário. A composição deste óleo foi comparada com a do óleo essencial
obtido a partir dos frutos verdes, do qual 93,34% dos constituintes foram identificados, sendo
germacreno-D, o majoritário. Em ambos os óleos, foi verificada a presença somente de
sesquiterpenos. O estudo dos constituites fixos possibilitou o isolamento dos diterpenos ent-
labdânicos, ácido zanzibárico e ácido isoózico, e do sesquiterpeno caryolano-1,9-diol, sendo,
a última substância, inédita no gênero Hymenaea. O estudo biológico revelou bons agentes
larvicidas sobre Aedes aegypti, para os óleos essenciais de frutos maduros e verdes, com
valores de CL
50
iguais a 14,85 ± 0,44 ppm e 28,44 ± 0,27 ppm, respectivamente. Também, foi
verificada uma satisfatória atividade antioxidante sobre o radical livre DPPH, com o extrato
em metanol, com valor de CI
50
igual a 0,04 mg/mL. O extrato em acetato de etila apresentou
uma considerável atividade alelopática sobre Lactuca sativa L., com inibição do crescimento
de hipocótilos em 44,68%, na concentração 0,4 mg/mL, e com inibição do crescimento de
radículas em 31,47%, na concentração 0,8 mg/mL.
Palavras-chave: Hymenaea courbaril. Óleos essenciais. Isolamento de substâncias. Atividades
biológicas.
ABSTRACT
The phytochemical study of Hymenaea courbaril L., named “jatobá”, was
executed by fruit`s bark of this vegetal, that is applied in inflammatory and intestinal diseases.
Essential oil was extracted from mature fruit and 76,17% of the constituents were identified.
The major constituent was -copaene. The composition of this oil was compared with the
composition of the oil obtained on immature fruit, whose 93,34% of the constituents were
identified. The major constituent of immature fruit was germacrene-D. Sesquiterpenes were
present into both oils. The study of the fixe constituents permitted to isolate two ent-labdanic
diterpenes, zanzibaric acid and isoozic acid, and the sesquiterpene caryolane-1,9-diol, that
was a inedited substance in Hymenaea species. The biological study revealed that essential
oils of mature fruit and immature fruit were satisfactory larvicidal agentes about Aedes
aegypti and their LC
50
14,85 ± 0,44 ppm and 28,44 ± 0,27 ppm, respective. A satisfactory
antioxidant activity about DPPH free radicals was verified for extract in methanol whose IC
50
0,04 mg/mL. The extract in ethyl acetate showed notable allelopathic effect on Lactuca sativa
L., and hypocotyls growth was reduced in 44,68% (in concentration 0,4 mg/mL) and radicules
growth was reduced in 31,47% (in concentration 0,8 mg/mL).
Keywords: Hymenaea courbaril. Essential oils. Isolation of substances. Biological activities.
LISTA DE FIGURAS
Figura 01 – Substâncias isoladas dos frutos de Hymenaea courbaril................................
03
Figura 02 – (-)-Zanzibarato de metila isolado de Hymenaea courbaril.............................
04
Figura 03 – Frutos imaturos de Hymenaea courbaril ........................................................
07
Figura 04 – Folhas de Hymenaea courbaril ......................................................................
07
Figura 05 – Frutos de Hymenaea courbaril ......................................................................
08
Figura 06 – Cromatograma (CG/EM) de OEHC................................................................
16
Figura 07 – Cromatograma (CG/DIC) de OEHC...............................................................
17
Figura 08 – Espectro de massa do -cubebeno..................................................................
19
Figura 09 – Espectro de massa do -ylangeno...................................................................
19
Figura 10 – Espectro de massa do -copaeno....................................................................
19
Figura 11 – Espectro de massa do -elemeno.....................................................................
20
Figura 12 – Espectro de massa do -cariofileno.................................................................
20
Figura 13 – Espectro de massa do -copaeno.....................................................................
20
Figura 14 – Espectro de massa do aromadendreno.............................................................
20
Figura 15 – Espectro de massa do -humuleno..................................................................
21
Figura 16 – Espectro de massa do allo-aromadendreno.....................................................
21
Figura 17 – Espectro de massa do -muuroleno.................................................................
21
Figura 18 – Espectro de massa do amorfa-4,7(11)-dieno...................................................
21
Figura 19 – Espectro de massa do -selineno.....................................................................
22
Figura 20 – Espectro de massa do selineno....................................................................
22
Figura 21 – Espectro de massa do -cadineno....................................................................
22
Figura 22 – Espectro de massa do -amorfeno...................................................................
22
Figura 23 – Espectro de massa do trans-calameneno.........................................................
23
Figura 24 – Espectro de massa do -calacoreno................................................................
23
Figura 25 – Espectro de massa do germacreno B...............................................................
23
Figura 26 – Espectro de massa do espatulenol...................................................................
23
Figura 27 – Espectro de massa do óxido de cariofileno.....................................................
24
Figura 28 – Espectro de massa do selin-11-en-4ol........................................................
24
Figura 29 – Cromatograma (CG/EM) de OEHCV.............................................................
25
Figura 30 – Cromatograma (CG/DIC) de OEHCV............................................................
25
Figura 31 – Espectro de massa do -elemeno.....................................................................
27
Figura 32 – Espectro de massa do -cubebeno..................................................................
27
Figura 33 – Espectro de massa do -ylangeno...................................................................
27
Figura 34 – Espectro de massa do -copaeno....................................................................
27
Figura 35 – Espectro de massa do 7-epi-sesquitujeno........................................................
28
Figura 36 – Espectro de massa do cipereno........................................................................
28
Figura 37 – Espectro de massa do -cariofileno.................................................................
28
Figura 38 – Espectro de massa do -copaeno.....................................................................
28
Figura 39 – Espectro de massa do -trans-bergamoteno...................................................
29
Figura 40 – Espectro de massa do (Z)--farneseno............................................................
29
Figura 41 – Espectro de massa do cis-muurola-3,5-dieno..................................................
29
Figura 42 – Espectro de massa do -humuleno..................................................................
29
Figura 43 – Espectro de massa do allo-aromadendreno.....................................................
30
Figura 44 – Espectro de massa do trans-cadina-1(6),4-dieno............................................
30
Figura 45 – Espectro de massa do germacreno-D...............................................................
30
Figura 46 – Espectro de massa do -selineno.....................................................................
30
Figura 47 – Espectro de massa do trans-muurola-4(14),5-dieno.......................................
31
Figura 48 – Espectro de massa do biciclogermacreno........................................................
31
Figura 49 – Espectro de massa do -amorfeno...................................................................
31
Figura 50 – Espectro de massa do -cadineno....................................................................
31
Figura 51 – Espectro de massa do -cadineno....................................................................
32
Figura 52 – Espectro de massa do trans-cadina-1,4-dieno.................................................
32
Figura 53 – Espectro de massa do -cadineno...................................................................
32
Figura 54 – Espectro de massa do germacreno B...............................................................
32
Figura 55 – Espectro de massa do espatulenol...................................................................
33
Figura 56 – Espectro de massa do óxido de cariofileno.....................................................
33
Figura 57 – Espectro de massa do globulol........................................................................
33
Figura 58 – Espectro de massa do epóxido de humuleno II...............................................
33
Figura 59 – Espectro de massa do 1-epi-cubenol...............................................................
34
Figura 60 – Espectro de massa do -cadinol......................................................................
34
Figura 61 – Espectro de massa do levomenol.....................................................................
34
Figura 62 – Estrutura do ácido zanzibárico........................................................................
40
Figura 63 – Espectro de massa (70 eV) de HC–1...............................................................
42
Figura 64 – Espectro de absorção na região do IV de HC-1 (em brometo de potássio).....
42
Figura 65 – Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC-1.........................................
43
Figura 66 – Expansão 1 do Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC-1................
43
Figura 67 – Expansão 2 do Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC-1................
44
Figura 68 – Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
) de HC–1..............................
44
Figura 69 – Espectro de RMN
13
C – DEPT 135° (125 MHz, CDCl
3
) de HC-1.................
45
Figura 70 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC de
HC-1................................................................................................................
45
Figura 71 – Expansão do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C
– HSQC de HC-1............................................................................................
46
Figura 72 – Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – COSY de
HC-1................................................................................................................
46
Figura 73 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de
HC-1................................................................................................................
47
Figura 74 – Expansão do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C
– HMBC de HC-1...........................................................................................
47
Figura 75 – Estrutura proposta para HC–2.........................................................................
53
Figura 76 – Estereoisômeros da estrutura proposta para HC–2..........................................
55
Figura 77 – Estrutura do caryolano-1,9-diol.....................................................................
61
Figura 78 – Fragmentos propostos para os principais picos observados no espectro de
massa de HC-2................................................................................................
62
Figura 79 – Espectro de massa (70 eV) de HC–2...............................................................
63
Figura 80 – Espectro de absorção na região do IV de HC–2 (em brometo de potássio)....
63
Figura 81 – Espectro de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
) de HC–2........................................
64
Figura 82 – Expansão do Espectro de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
) de HC–2...................
64
Figura 83 – Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
) de HC–2..............................
65
Figura 84 – Expansão do Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
) de HC–2........
65
Figura 85 – Espectro de RMN
13
C – DEPT 135° (125 MHz, CDCl
3
) de HC–2................
66
Figura 86 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC de
HC–2...............................................................................................................
66
Figura 87 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de
HC–2...............................................................................................................
67
Figura 88 – Expansão 1 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–2....................................................................................
67
Figura 89 – Expansão 2 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–2....................................................................................
68
Figura 90 – Expansão 3 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–2....................................................................................
68
Figura 91 – Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – COSY de
HC-2................................................................................................................
69
Figura 92 – Espectro de RMN
1
H (500 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC–2...............................
69
Figura 93 – Expansão do Espectro de RMN
1
H (500 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC–2..........
70
Figura 94 – Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC–2.....................
70
Figura 95 – Expansão 1 do Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CD
3
COCD
3
) de
HC–2...............................................................................................................
71
Figura 96 – Expansão 2 do Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CD
3
COCD
3
) de
HC–2...............................................................................................................
71
Figura 97 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC
(CD
3
COCD
3
) de HC–2...................................................................................
72
Figura 98 – Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – NOESY (500
MHz, CD
3
COCD
3
) de HC-2...........................................................................
72
Figura 99 – Expansão do Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H –
NOESY (500 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC-2....................................................
73
Figura 100 – Estrutura do ácido isoózico...........................................................................
81
Figura 101 – Espectro de massa (i.e. 70 eV) de HC–3.......................................................
83
Figura 102 – Espectro de absorção na região do IV de HC–3 (em brometo de
potássio)..........................................................................................................
83
Figura 103 – Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC–3......................................
84
Figura 104 – Expansão 1 do Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC–3.............
84
Figura 105 – Expansão 2 do Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC–3.............
85
Figura 106 – Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
) de HC–3............................
85
Figura 107 – Espectro de RMN
13
C – DEPT 135° (125 MHz, CDCl
3
) de HC–3..............
86
Figura 108 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC de
HC–3...............................................................................................................
86
Figura 109 – Expansão 1 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC de HC–3.....................................................................................
87
Figura 110 – Expansão 2 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC de HC–3.....................................................................................
87
Figura 111 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de
HC–3...............................................................................................................
88
Figura 112 – Expansão 1 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–3....................................................................................
88
Figura 113 – Expansão 2 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–3....................................................................................
89
Figura 114 – Expansão 3 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–3....................................................................................
89
Figura 115 – Expansão 4 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–3....................................................................................
90
Figura 116 – Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – COSY de
HC–3...............................................................................................................
90
LISTA DE FLUXOGRAMAS
Fluxograma 01 – Método de extração do óleo essencial de H. courbaril..........................
96
Fluxograma 02 – Tratamentos cromatográficos relativos ao EHHC.................................
109
Fluxograma 03 – Tratamentos cromatográficos relativos ao EAHC.................................
110
LISTA DE SIGLAS E SÍMBOLOS
BB – Broad Band
CENAUREMN – Centro Nordestino de Aplicação e Uso da Ressonância Magnética Nuclear
CCD – Cromatografia em Camada Delgada
CG – Cromatografia Gasosa
COSY – Correlation Spectroscopy
DEPT – Distortionlesss Enhancement by Polarization Transfer
EM – Espectrometria de Massa
EAHC – Extrato em Acetato de etila de Hymenaea courbaril
EHHC – Extrato em Hexano de Hymenaea courbaril
EMHC – Extrato em Metanol de Hymenaea courbaril
HMBC – Heteronuclear Multiple Bond Connectivity
HSQC – Heteronuclear Single Quantum Coherence
IV – Infravermelho
J – Constante de acoplamento
L – Comprimento
OEHC – Óleo Essencial das cascas dos frutos maduros de Hymenaea courbaril
OEHCV – Óleo Essencial das cascas dos frutos verdes de Hymenaea courbaril
ppm – partes por milhão
RMN
1
H – Ressonância Magnética Nuclear de Hidrogênio
RMN
13
C – Ressonância Magnética Nuclear de Carbono-13
- Diâmetro
- Deslocamento químico
LISTA DE TABELAS
Tabela 01 – Substâncias isoladas de espécies do gênero Hymenaea..................................
09
Tabela 02 – Estruturas das substâncias isoladas de espécies de Hymenaea sp...................
12
Tabela 03 – Constituintes do óleo essencial das cascas dos frutos maduros de H.
courbaril..........................................................................................................
18
Tabela 04 – Constituintes do óleo essencial das cascas dos frutos verdes de H.
courbaril..........................................................................................................
26
Tabela 05 – Dados de deslocamentos químicos () dos átomos de carbono não
hidrogenados (C), metilênicos (CH
2
), metínicos (CH) e metílicos (CH
3
),
obtidos por comparação entre espectros de RMN
13
C – BB e de RMN
13
C –
DEPT 135°......................................................................................................
36
Tabela 06 – Dados espectroscópicos de HC-1 comparados com dados da literatura.........
41
Tabela 07 – Dados de deslocamentos químicos () dos carbonos não hidrogenados (C),
metilênicos (CH
2
), metínicos e metílicos (CH e CH
3
), obtidos por
comparação entre espectros de RMN
13
C – BB e de RMN
13
C – DEPT
135°.................................................................................................................
49
Tabela 08 – Dados espectroscópicos de HC-2 em CDCl
3
..................................................
54
Tabela 09 – Valores de deslocamentos químicos de RMN
13
C (CDCl
3
) de HC–2 e das
estruturas propostas (I, II e III).......................................................................
56
Tabela 10 – Comparação de dados obtidos em espectros de RMN de HC–2, em
CD
3
COCD
3
e em CDCl
3
.................................................................................
58
Tabela 11 – Dados espectroscópicos de HC-2 comparados com dados da literatura.........
60
Tabela 12 – Dados de deslocamentos químicos () dos carbonos não hidrogenados (C),
metilênicos (CH
2
), metínicos e metílicos (CH e CH
3
), obtidos por
comparação entre espectros de RMN
13
C – BB e de RMN
13
C – DEPT
135°.................................................................................................................
75
Tabela 13 – Dados espectroscópicos de HC-3 comparados com dados da literatura.........
82
Tabela 14 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC.......................
98
Tabela 15 – Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EHHC.........................
98
Tabela 16 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC(26-28)...........
99
Tabela 17 – Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EHHC(26-28).............
100
Tabela 18 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC(31-39)..........
100
Tabela 19 – Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EHHC(31-39).............
101
Tabela 20 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC(31-39) (243-
329).................................................................................................................
102
Tabela 21 – Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EHHC(31-39) (243-
329).................................................................................................................
102
Tabela 22 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC(31-39)(243-
239)(16-56).....................................................................................................
103
Tabela 23 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC......................
103
Tabela 24 – Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EAHC.........................
104
Tabela 25 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC(19-26)..........
104
Tabela 26 – Dados referentes às frações obtidas de EAHC(19-26)...................................
105
Tabela 27 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)....
106
Tabela 28 – Dados referentes às frações obtidas de EAHC(19-26)(11).............................
106
Tabela 29 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC(19-
26)(11)(3-7)....................................................................................................
107
Tabela 30 – Dados referentes às frações obtidas de EAHC(19-26)(11)(3-7).....................
107
Tabela 31 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC(19-
26)(11)(8-34)..................................................................................................
108
Tabela 32 – Dados referentes às frações obtidas de EAHC(19-26)(11)(8-34)...................
108
Tabela 33 – Resultado dos testes de atividade antioxidante sobre DPPH..........................
112
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS
LISTA DE FLUXOGRAMAS
LISTA DE SIGLAS E SÍMBOLOS
LISTA DE TABELAS
CAPÍTULO 1 – INTRODUÇÃO......................................................................................
01
CAPÍTULO 2 – CONSIDERAÇÕES BOTÂNICAS......................................................
05
2.1 Considerações botânicas sobre a família Fabaceae........................................................
05
2.2 Considerações botânicas sobre o gênero Hymenaea......................................................
05
2.3 Considerações botânicas sobre Hymenaea courbaril L.................................................
06
CAPÍTULO 3 – LEVANTAMENTO BIBLIOGRÁFICO.............................................
09
CAPÍTULO 4 – DETERMINAÇÃO ESTRUTURAL...................................................
16
4.1 Identificação dos constituintes do óleo essencial das cascas dos frutos maduros de
Hymenaea courbaril L...................................................................................................
16
4.2 Identificação dos constituintes do óleo essencial das cascas dos frutos verdes de
Hymenaea courbaril L...................................................................................................
24
4.3 Determinação estrutural dos constituintes fixos de Hymenaea courbaril L..................
35
4.3.1 Determinação estrutural de HC – 1 ............................................................................
35
4.3.2 Determinação estrutural de HC – 2 ............................................................................
48
4.3.3 Determinação estrutural de HC – 3 ............................................................................
74
CAPÍTULO 5 – PARTE EXPERIMENTAL..................................................................
91
5.1 Material vegetal..............................................................................................................
91
5.2 Métodos analíticos.........................................................................................................
91
5.2.1 Métodos cromatográficos............................................................................................
91
5.2.2 Métodos físicos de análise orgânica............................................................................
92
5.2.2.1 Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (IV).................................
93
5.2.2.2 Espectroscopia de ressonância magnética nuclear (RMN)......................................
93
5.2.2.3 Cromatografia gasosa acoplada a espectrometria de massa.....................................
93
5.2.2.4 Cromatografia gasosa acoplada a detector de ionização por chama (DIC).............
94
5.2.2.5 Ponto de fusão..........................................................................................................
95
5.2.2.6 Índice de refração.....................................................................................................
95
5.2.2.7 Rotação óptica..........................................................................................................
95
5.3 Estudo dos constituintes voláteis de Hymenaea courbaril L.........................................
95
5.3.1 Obtenção do óleo essencial das cascas dos frutos maduros de Hymenaea courbaril.
95
5.3.2 Obtenção do óleo essencial das cascas dos frutos verdes de Hymenaea courbaril....
96
5.4 Estudo dos constituintes fixos de Hymenaea courbaril L.............................................
97
5.4.1 Obtenção dos extratos em hexano, em acetato de etila e em metanol das cascas dos
frutos de Hymenaea courbaril L.................................................................................
97
5.4.2 Fracionamento cromatográfico de EHHC...................................................................
97
5.4.2.1 Tratamento cromatográfico de EHHC(26-28) e isolamento de HC-1.....................
99
5.4.2.2 Tratamento cromatográfico de EHHC(31-39).........................................................
100
5.4.2.3 Tratamento cromatográfico de EHHC(31-39)(243-329).........................................
101
5.4.2.4 Tratamento cromatográfico de EHHC(31-39)(243-329)(16-56) e isolamento de
HC-2........................................................................................................................
102
5.4.3 Fracionamento cromatográfico de EAHC..................................................................
103
5.4.3.1 Tratamento cromatográfico de EAHC.(19-26)........................................................
104
5.4.3.2 Tratamento cromatográfico de EAHC.(19-26)(11).................................................
105
5.4.3.3 Tratamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)(3-7) e isolamento de HC-3......
106
5.4.3.4 Tratamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)(8-34) e isolamento de HC-3....
107
CAPÍTULO 6 – ENSAIOS DE ATIVIDADE BIOLÓGICA........................................
111
6.1 Atividade larvicida sobre Aedes aegypti L....................................................................
111
6.2 Atividade antioxidante sobre DPPH..............................................................................
112
6.3 Atividade alelopática sobre Lactuca sativa L...............................................................
113
CAPÍTULO 7 – CONSIDERAÇÕES FINAIS................................................................
114
CAPÍTULO 8 – CONSTANTES FÍSICAS E DADOS ESPECTROSCÓPICOS.......
115
REFERÊNCIAS.................................................................................................................
118
Capítulo 1
INTRODUÇÃO
1
1 INTRODUÇÃO
A biodiversidade brasileira pode constituir importante fonte de riqueza, ao ser
mais bem estudada e compreendida, o que possibilitaria melhorias no bem-estar e na saúde da
população. Para tanto, verifica-se a importância da aplicação da fitoquímica como ferramenta
no desenvolvimento de pesquisas sobre os diversos metabólitos vegetais presentes nessa
biodiversidade e, até mesmo, sobre os diversos mecanismos metabólicos (GOTTLIEB;
BORIN; PAGOTTO, 1998).
Sabe-se que essa biodiversidade apresenta um potencial para o desenvolvimento
de medicamentos a base de produtos vegetais, os quais implicam em uma janela de
oportunidades na indústria de medicamentos, o que pode gerar um mercado poderoso na busca
de novas moléculas para assegurar a competitividade na produção de novos medicamentos
patenteados. Dessa forma, o estudo sobre a variada flora brasileira possibilita no
desenvolvimento de um mercado promissor e competitivo, promovendo um grande salto
tecnológico na produção de novos medicamentos (VILLAS BOAS; GADELHA, 2007).
A utilização de medicamentos de origem vegetal é bastante expressiva em
populações que têm dificuldade de acesso a outros tipos de terapias. Estes medicamentos
podem ser aplicados tanto em medidas profiláticas como em curativas (MICHELIN et al.,
2005).
O uso de fitoterápicos com finalidade profilática, curativa, paliativa ou com fins
de diagnóstico passou a ser oficialmente reconhecido pela OMS em 1978, quando recomendou
a difusão mundial dos conhecimentos necessários para o seu uso (BRASIL, 2006).
Como exemplo de uso profilático de recursos vegetais, pode-se citar a procura
crescente de produtos naturais que sejam eficazes no controle de mosquitos adultos e à
exterminação das larvas do Aedes aegypti, agente vetor da dengue, que é uma doença viral
infecciosa aguda de curta duração podendo assumir formas graves e letais que vem
preocupando as autoridades médico-sanitárias de todo o mundo (COSTA et al., 2005).
O controle das infecções pelo vírus da dengue vem tendo insucessos em quase
todo o mundo em função da não disponibilidade de vacinas e da inexistência de drogas
antivirais capazes de influenciar na redução da viremia. Dessa forma, as intervenções estão
muito direcionadas para a eliminação do vetor desta enfermidade, o Aedes aegypti
(TEIXEIRA; BARRETO; COSTA, 2002).
2
As pesquisas envolvendo produtos naturais, de origem vegetal, que apresentem
atividade antioxidante, também, têm ganhado espaços no meio científico, pois esta atividade
está relacionada com o seqüestro dos radicais livres, principalmente as espécies reativas de
oxigênio, implicados na ocorrência de muitas patologias, tais como envelhecimento precoce,
inflamação crônica, doenças neurodegenerativas, Diabetes mellitus, aterosclerose, doenças
auto-imunes das glândulas endócrinas, carcinogênese e mutagênese. Logo, caracteriza-se,
nesse caso, uma finalidade profilática, também, para as substâncias de origem vegetal
(ANDRADE et al., 2007).
Os estudos das propriedades antioxidantes das substâncias ativas vêm
despertando muito interesse de pesquisadores, considerando o aumento da expectativa de
tempo de vida observado nas últimas décadas e a busca da qualidade de vida durante o
processo de envelhecimento. Muitas substâncias já foram relacionadas com esta atividade.
ácido ascórbico e muitos flavonóides são exemplos destas (SCOTTI et al., 2007).
A atividade antioxidante pode ser testada em extratos vegetais pelo método do
seqüestro do radical livre 1,1-difenil-2-picril-hidrazil - DPPH
•
, utilizando espectrofotometria.
Assim, quanto maior for o consumo de DPPH por uma amostra de extrato vegetal, maior será a
atividade antioxidante desta amostra. Sabendo que a quantidade de antioxidante necessária
para diminuir a concentração inicial de DPPH em 50% é denominada concentração eficiente
(CE
50
) ou concentração inibitória (CI
50
), conclui-se que quanto menor for o valor da CE
50
,
maior será a atividade antioxidante (SOUSA et al., 2007).
Sabe-se que a atividade biológica de substâncias de origem vegetal pode se
manifestar por meio de propriedades herbicidas, inseticidas, fungicidas ou farmacológicas, de
um modo geral. Neste contexto, também pode ser enquadrada a atividade alelopática testada
em muitos extratos vegetais. Este tipo de atividade biológica está relacionado com a
capacidade de um ser vivo, neste caso, vegetal, liberar substâncias químicas, denominadas
aleloquímicos, que atuem de forma benéfica ou nociva sobre outro ser vivo. Tal liberação
ocorre pelas diversas partes da planta ou por intermédio da decomposição de folhas e caules e
exsudação direta no solo pelas raízes (TERRONES et al., 2007b).
A liberação de aleloquímicos que atuem de forma nociva sobre outro ser vivo
pode ser relacionada com um mecanismo de defesa do organismo liberador e, se o alvo
atingido for um vegetal, tais substâncias são denominadas de herbicidas naturais (TERRONES
et al., 2007b).
O estudo sobre a atividade alelopática vem se tornando uma linha de pesquisa de
grande interesse, na expectativa de descobrir novos herbicidas naturais, visando diminuir o
3
impacto ambiental provocado pelos herbicidas sintéticos usados na agricultura (TERRONES et
al., 2007a).
Vegetais do gênero Hymenaea, o qual pertence à subfamília Caesalpinioideae da
família Fabaceae, estão bem distribuídos pelo Brasil, principalmente na zona tropical, e têm
sido relacionados em muitos estudos de natureza fitoquímica. Entre as 14 espécies, deste
gênero, encontra-se a Hymenaea courbaril L., conhecida comumente como jatobá. As espécies
de Hymenaea são conhecidas por apresentarem, principalmente, diterpenos do tipo ent-
labdânicos na constituição química da resina e cascas do tronco (NAKANO; DJERASSI,
1961; CUNNINGHAM; MARTIN; LANGENHEIM, 1973; MARSAIOLI; FILHO;
CAMPELLO, 1975; IMAMURA et al., 1977) e diterpenos ent-halimanos na resina do
epicarpo (KHOO; OEHLSCHLAGER; OURISSON, 1973).
Esta espécie vem sendo foco de muitos estudos, principalmente agronômicos e
fitoquímicos, pois além de possuir madeira resistente, frutos comestíveis e casca rica em
taninos, também apresenta variados usos na medicina popular no tratamento de úlceras,
bronquites e distúrbios intestinais (NOGUEIRA et al., 2001). Terpenóides, como crotomaclina
(1), ácido labdanólico (2) e ácido (13E)-labda-7,13-dien-15-óico (3), isolados dos frutos de
Hymenaea courbaril, cujas estruturas estão mostradas na Figura 01, apresentaram considerável
atividade anti-inflamatória através da inibição das enzimas ciclooxigenases
(JAYAPRAKASAM et al., 2007).
(1) (2) (3)
Figura 01 – Substâncias isoladas dos frutos de Hymenaea courbaril
O éster (-)-zanzibarato de metila, cuja estrutura está mostrada na Figura 02, é um
dos metabólitos secundários isolado do epicarpo de Hymenaea courbaril. (IMAMURA;
MIRANDA; GIACOMINI, 2004).
OH
OH
OH
OH
CO
2
H
CO
2
H
4
Figura 02 - (-)-Zanzibarato de metila isolado de Hymenaea courbaril
O objetivo deste trabalho foi realizar o estudo químico dos constituintes fixos e
voláteis, o qual compreende o isolamento, a purificação e determinação da estrutura molecular
dos metabólitos secundários da casca do fruto da espécie Hymenaea courbaril, utilizando
técnicas cromatográficas e espectrométricas; e o estudo biológico dos extratos, através da
utilização dos testes de atividades larvicida sobre Aedes aegypti, antioxidante em relação ao
radical livre DPPH
•
(1,1-difenil-2-picril-hidrazil) e alelopática sobre Lactuca sativa L.
Este trabalho encontra-se dividido em oito capítulos: Introdução (Capítulo 1),
Considerações botânicas (Capítulo 2), Levantamento bibliográfico (Capítulo 3),
Determinação estrutural (Capítulo 4), Parte experimental (Capítulo 5), Ensaios de atividade
biológica (Capítulo 6), Considerações finais (Capítulo 7) e Constantes físicas e dados
espectroscópicos (Capítulo 8).
CH
3
CH
3
O
H
C
O
CH
3
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
20
21
22
H
H
3
C O C
19
O
Capítulo 2
CONSIDERAÇÕES BOTÂNICAS
5
2 CONSIDERAÇÕES BOTÂNICAS
2.1 Considerações botânicas sobre a família Fabaceae
A família Fabaceae compreende aproximadamente 650 gêneros e 18.000
espécies, as quais encontram-se distribuídas nas subfamílias Caesalpinioideae, Faboideae e
Mimosoideae (OLIVEIRA, 2001).
A subfamília Caesalpinioideae compreende 150 gêneros e 2.700 espécies, com
ampla distribuição (BIONDO; MIOTTO; WITTMANN, 2005a). A maioria dos gêneros
encontra-se nos trópicos, na África, América e sudeste da Ásia, sendo bem representados no
Brasil (BIONDO; MIOTTO; WITTMANN, 2005b). Dentre eles, estão os gêneros:
Caesalpinia, Dimorphandra, Peltophorum, Cassia, Senna, Copaifera e Hymenaea
(CONEGLIAN; OLIVEIRA, 2006).
Estudos mostram que esta família é uma das mais abundantes na Chapada do
Araripe, em Crato – Ceará (ALENCAR; SILVA; BARROS, 2007). O cerrado da chapada do
Araripe, que é um enclave no domínio semi-árido da caatinga cearense, apresenta,
principalmente espécies pertencentes às famílias: Fabaceae, Myrtaceae, Poaceae,
Euphorbiaceae e Malpighiaceae
(COSTA; ARAÚJO; LIMA-VERDE, 2004).
2.2 Considerações botânicas sobre o gênero Hymenaea
Este gênero abrange 14 espécies, das quais nove são encontradas no Brasil,
ocorrendo em quase todas as regiões, com distribuição uniforme na Amazônia, onde é
encontrado nas matas de terra firme de solo argiloso e, algumas vezes, nas várzeas altas. A
maioria das espécies desse gênero possui algum valor econômico, fornecendo madeira de
ótima qualidade, valiosas resinas, frutos comestíveis e casca rica em tanino, além de possuir
variados usos na medicina popular (MELO; MENDONÇA; MENDES, 2004).
Este gênero tem origem na África e foi trazido para a América, onde adaptou-se
muito bem, na zona tropical. Com árvores de porte superior aos 20 metros, tronco reto e
cilíndrico, apresenta frutos de aspecto lenhoso, formato ovóide, de cor marrom, quando
6
maduros ou verdes, quando imaturos. O nome foi adotado por Linnaeus, em 1737, sendo uma
homenagem a Himeneu, o deus grego do casamento, pois as pequenas folhas destas plantas
aproximam-se durante a noite (COSTA, 2004).
2.3 Considerações botânicas sobre Hymenaea courbaril L
Comumente encontrada na região tropical do Brasil, desenvolve-se em mata de
terra firme, sobre solo argiloso e, também, nas proximidades de rios ou lagos (Figura 03, p.
07). Raramente, ocorre em zonas campestres (CAMPOS; UCHIDA, 2002).
Geralmente, mede aproximadamente entre 10 a 15 metros de altura, sendo pouco
exigente em fertilidade e umidade do solo (FILHO et al., 2003), sendo encontradas
espécimens com 40 metros de altura (LIMA et al., 2007).
Apresenta tronco cilíndrico e reto com, aproximadamente, 2m de diâmetro, com
a copa espalhada; casca lisa, dura e cinzenta; folhas alternadas, ou seja, uma folha por nó,
pecioladas, portanto, com a haste de sustentação ao caule e bifoliadas, com dois folíolos na
extremidade do pecíolo (Figura 04, p. 07), flores em panículas, que são ramificações
piramidais terminais e frutos indeiscentes, os quais não liberam as sementes quando maduros.
Os frutos maduros (Figura 05, p. 08) possuem uma polpa farinácea que fornece
farinha com valor alimentício muito procurada por várias espécies da fauna, que dispersam
suas sementes. Comumente, é conhecida como jatobá (DUBOC et al., 1996). Têm
comprimento aproximadamente entre 10 e 20 cm, com diâmetro variando entre 4 e 6 cm
(JAYAPRAKASAM et al.,2007).
7
Figura 03 – Frutos imaturos de Hymenaea courbaril
Créditos: www.biologo.com.br/plantas/fichas/jatoba.html
Figura 04 – Folhas de Hymenaea courbaril
Créditos: www.rain-tree.com/jatoba.htm
8
Figura 05 – Frutos de Hymenaea courbaril
Créditos: www.biologo.com.br/plantas/fichas/jatoba.html
Capítulo 3
LEVANTAMENTO BIBLIOGRÁFICO
9
3 LEVANTAMENTO BIBLIOGRÁFICO
Através do levantamento bibliográfico realizado, tendo Science Direct e Sci
Finder Scholar, como ferramentas de busca, foram encontrados estudos fitoquímicos para as
seguintes espécies do gênero Hymenaea: H. courbaril, H. martiana, H. oblongifolia, H.
palustris, H. parvifolia, H. stigonocarpa e H. verrucosa. Dentre essas, H. courbaril foi foco
da maior parte das publicações.
Foi verificado que, em certas substâncias isoladas de algumas das espécies
citadas, também foram realizados estudos sobre as seguintes atividades biológicas:
imunossupressão (MIYAKE et al., 2006), antineoplásica (ABDEL-KADER et al., 2002),
anti-inflamatória (JAYAPRAKASAM et al., 2007) e antimicrobiana (PETTIT et al., 2003).
Os nomes das substâncias isoladas de espécies do gênero Hymenaea encontram-
se na Tabela 01 (p. 09) e as suas respectivas estruturas químicas são mostradas na Tabela 02
(p. 12).
Tabela 01 – Substâncias isoladas de espécies do gênero Hymenaea.
ESPÉCIE
SUBSTÂNCIA
ESTRUTURA
REFERÊNCIA
H. courbaril
ácido catívico
1
NAKANO; DJERASSI,
1961
ácido copálico
(ácido labd-8(17),13E-dien-15-
óico)
2
NAKANO; DJERASSI,
1961
ácido eperúico
3
NAKANO; DJERASSI,
1961
ácido labdanólico
(ácido enantio-13-
epilabdanólico)
4
NAKANO; DJERASSI,
1961
(–)-isoozato de metila
5
KHOO;
OEHLSCHLAGER;
OURISSON, 1973
éster metílico do ácido 5-[2-(3-
furanil)etil]-1,2,3,5,6,7,8,8a-
octaidro-1,5,6-trimetil-1-
naftalenocarboxílico
6
KHOO;
OEHLSCHLAGER;
OURISSON, 1973
éster metílico do ácido
1,2,3,5,6,7,8,8a-octaidro-5-(5-
metoxi-3-metil-5-oxo-3-
pentenil)-1,5,6-trimetil-1-
naftalenocarboxílico
7
KHOO;
OEHLSCHLAGER;
OURISSON, 1973
10
éster metílico do ácido
1,2,3,4,4a,5,6,7-octaidro-5-
(metoxicarbonil)--1,2,5-
tetrametil-1-naftalenopentanóico
8
KHOO;
OEHLSCHLAGER;
OURISSON, 1973
ácido labd-13-en-8-ol-15-óico
9
CUNNINGHAM;
MARTIN;
LANGENHEIM, 1974
ácido eperua-7,13-dien-15-óico
(ácido (13E)-labd-7,13-dien-15-
óico)
10
MARSAIOLI; FILHO;
CAMPELLO, 1975
ácido labdan-8-ol-15-óico
(ácido labdanólico)
4
MARSAIOLI; FILHO;
CAMPELLO, 1975
ent-labdan-8-ol-15-oato de
metila
11
IMAMURA et al., 1977
(–)-epicatequina
12
ARTAVIA; BARRIOS;
CASTRO, 1995
taxifolin-3-O-ramnosídeo
13
ARTAVIA; BARRIOS;
CASTRO, 1995
(–)-kovalenato de metila
14
NOGUEIRA et al.,
2001
(–)-ozato de metila
15
NOGUEIRA et al.,
2001
ácido (–)-(5R,8S,9S,10R)-
cleroda-3,13E-dien-15-óico
16
NOGUEIRA et al.,
2001
ácido (–)-(5S,8S,9S,10R)-cleroda-
3,13E-dien-15-óico
17
NOGUEIRA et al.,
2001
(–)-(5R,8S,9S,10R)-clerod-3-en-
15-oato de metila
18
NOGUEIRA et al.,
2002
ácido (13R)-13-hidróxi-1(10),14-
ent-halimadien-18-óico
19
ABDEL-KADER et al.,
2002
ácido (2S,13R)-2,13-diidróxi-
1(10),14-ent-halimadien-18-óico
20
ABDEL-KADER et al.,
2002
ácido (13R)-2-oxo-13-hidróxi-
1(10),14-ent-halimadien-18-óico
21
ABDEL-KADER et al.,
2002
(–)-zanzibarato de metila
22
IMAMURA;
MIRANDA;
GIACOMINI, 2004
(–)-epicatequina-3-O-galato
23
MIYAKE et al., 2006
crotomaclina
24
JAYAPRAKASAM et
al., 2007
ácido (13E)-labd-7,13-dien-15-
óico (ácido eperua-7,13-dien-15-
óico
10
JAYAPRAKASAM et
al., 2007
ácido labd-8(17),13E-dien-15-
óico (ácido copálico)
2
JAYAPRAKASAM et
al., 2007
espatulenol
25
JAYAPRAKASAM et
al., 2007
11
Polissacarídeo constituído por
galactose, glicose,xilose e
arabinose
-
OMAIRA et al., 2007
H. martiana
astilbina
26
CARNEIRO et al., 1993
engelitina
27
CARNEIRO et al., 1993
eucrifina
28
CARNEIRO et al., 1993
H.
oblongifolia
ácido guamáico
29
CUNNINGHAM;
MARTIN;
LANGENHEIM, 1973
ácido enantio-pinifólico
30
CUNNINGHAM;
MARTIN;
LANGENHEIM, 1973
quesnoina
31
JOSSANG et al., 2008
H. palustris
crisoeriol
32
PETTIT et al., 2003
hidnocarpina D
33
PETTIT et al., 2003
luteolina
34
PETTIT et al., 2003
palstatina
35
PETTIT et al., 2003
tricina
36
PETTIT et al., 2003
H. parvifolia
ácido enantio-13-epilabda-nólico
(ácido labdanólico)
4
CUNNINGHAM;
MARTIN;
LANGENHEIM, 1973
H.
stigonocarpa
ent-labdan-8-ol-15-oato de
metila
11
IMAMURA et al., 1977
ácido linolênico
37
MATUDA; NETTO et
al., 2005
ácido oléico
38
MATUDA; NETTO et
al., 2005
H. verrucosa
ácido enantio-8(17),13(16),14-
labdatrien-18-óico
39
MARTIN;
LANGENHEIM, 1974
ácido zanzibárico
40
CUNNINGHAM et al.,
1983
ácido (4S,6R,9S,10R)-decaidro-
4,10-dimetil-8-metileno-9-(3-
metil-2,4-pentadienil)-6-ol-4-
naftalenocarboxílico
41
CUNNINGHAM et al.,
1983
12
Tabela 02 – Estruturas das substâncias isoladas de espécies de Hymenaea sp.
COOH
( 1 )
COOH
( 2 )
COOH
( 3 )
COOH
OH
( 4 )
H
3
COOC
H
H
( 5 )
COOCH
3
H
O
( 6 )
COOCH
3
H
COOCH
3
( 7 )
COOCH
3
COOCH
3
( 8 )
OH
COOH
( 9 )
COOH
( 10 )
OH
COOCH
3
( 11 )
O
OH
OH
OH
OH
HO
( 12 )
13
O
OH
HO
O
O
OH
OH
O
OH
OHHO
( 13 )
COOCH
3
H
( 14 )
COOCH
3
( 15 )
COOH
H
( 16 )
COOH
H
( 17)
COOCH
3
H
( 18 )
OH
H
HOOC
( 19)
OH
H
HOOC
HO
( 20 )
OH
H
HOOC
O
( 21)
H
OCOCH
3
H
3
COOC
( 22 )
O
OH
OH
HO
OH
OH
O
O
OH
OH
( 23 )
H
OH
OH
OH
( 24 )
14
HO
( 25 )
O
OH O
O
OH
O
HO
OH
OH
OH
OH
( 26)
O
OH O
O
OH
O
HO
OH
OH
OH
( 27 )
O
OH O
O
OH
O
HO
OH
OH
( 28 )
HOOC
COOH
( 29)
HOOC
COOH
( 30 )
O
OH
COOH
( 31 )
O
OOH
HO
OCH
3
OH
( 32 )
O
OOH
HO
O
O
OH
OCH
3
OH
( 33 )
O
OOH
HO
OH
OH
( 34)
O
OOH
HO
O
O
OH
OCH
3
OCH
3
OH
OCH
3
( 35 )
O
OOH
HO
OCH
3
OCH
3
OH
( 36)
15
(CH
2
)
7
HOOC
CH
3
( 37 )
(CH
2
)
7
(CH
2
)
7
HOOC
CH
3
( 38 )
HOOC
H
H
( 39 )
H
OCOCH
3
HOOC
( 40 )
H
OH
HOOC
( 41 )
Capítulo 4
DETERMINAÇÃO ESTRUTURAL
16
4 DETERMINAÇÃO ESTRUTURAL
4.1 Identificação dos constituintes do óleo essencial das cascas dos frutos maduros de
Hymenaea courbaril L.
O estudo da composição química do óleo essencial das cascas dos frutos
maduros (OEHC) foi realizado por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massa
(CG/EM) na análise qualitativa e por cromatografia gasosa acoplada a detector de ionização
por chama (CG/DIC) na análise quantitativa. Os cromatogramas obtidos por ambas as
técnicas são mostrados nas Figuras 06 e 07, respectivamente.
Figura 06 - Cromatograma (CG/EM) de OEHC
17
Figura 07 - Cromatograma (CG/DIC) de OEHC
Os componentes do óleo (OEHC) foram identificados através da comparação de
seus espectros de massas (Figuras 08 a 28) com espectros existentes na literatura
(ADAMS,
2007), com espectros do banco de dados (NIST21 e NIST107) do equipamento e, também,
pela comparação dos índices de retenção com aqueles da literatura. Os índices de retenção de
Kovats (IK) foram determinados utilizando uma série homologa de n-alcanos (C
8
-C
18
)
injetados nas mesmas condições cromatográficas das amostras, utilizando a equação de Van
den Dool e Kratz (VAN DEN DOOL; KRATZ, 1963). Desta forma foi possível, a
identificação de 76,17 % dos constituintes deste óleo, como mostra a Tabela 03. O índice de
refração obtido foi 1,6608°, a rotação óptica medida foi + 0,020° e a rotação específica +
0,13°.
18
Tabela 03 – Constituintes do óleo essencial das cascas dos frutos maduros de H. courbaril.
PICO
TEMPO DE
RETENÇÃO
(min)
COMPOSTO
% (CG/DIC)
IK
experimental
1
21,58
-cubebeno
1,73
1342
2
22,35
-ylangeno
0,52
1364
3
22,58
-copaeno
11,14
1371
4
23,06
-elemeno
4,99
1384
6
24,06
-cariofileno
2,02
1414
7
24,40
-copaeno
0,63
1424
8
24,68
aromadendreno
1,56
1432
10
25,25
-humuleno
0,28
1450
11
25,39
allo-aromadendreno
0,60
1454
13
25,91
-muuroleno
7,85
1469
14
26,10
amorfa-4,7(11)-dieno
0,27
1475
15
26,38
-selineno
8,21
1484
17
26,59
selineno
5,73
1490
18
27,13
-cadineno
2,69
1507
19
27,29
-amorfeno
5,25
1512
20
27,40
trans-calameneno
1,09
1515
24
28,02
-calacoreno
1,10
1535
26
28,58
germacreno B
1,75
1553
29
29,18
espatulenol
10,14
1572
30
29,34
óxido de cariofileno
6,86
1577
44
31,52
selin-11-en-4ol
1,76
1649
TOTAL
76,17
As Figuras 08 a 28 mostram os espectros de massas de cada constituinte
identificado, obtidos em espectrômetro de massa através da técnica de impacto eletrônico de
70 eV.
19
Figura 08 – Espectro de massa do -cubebeno
Figura 09 – Espectro de massa do -ylangeno
Figura 10 – Espectro de massa do -copaeno
H
H
H
H
20
Figura 11 – Espectro de massa do -elemeno
Figura 12 – Espectro de massa do -cariofileno
Figura 13 – Espectro de massa do -copaeno
Figura 14 – Espectro de massa do aromadendreno
H
H
H
H
H
21
Figura 15 – Espectro de massa do -humuleno
Figura 16 – Espectro de massa do allo-aromadendreno
Figura 17 – Espectro de massa do -muuroleno
Figura 18 – Espectro de massa do amorfa-4,7(11)-dieno
H
H
H
H
H
H
22
Figura 19 – Espectro de massa do -selineno
Figura 20 – Espectro de massa do selineno
Figura 21 – Espectro de massa do -cadineno
Figura 22 – Espectro de massa do -amorfeno
H
H
H
H
23
Figura 23 – Espectro de massa do trans-calameneno
Figura 24 – Espectro de massa do -calacoreno
Figura 25 – Espectro de massa do germacreno B
Figura 26 – Espectro de massa do espatulenol
H
H
HO
24
Figura 27 – Espectro de massa do óxido de cariofileno
Figura 28 – Espectro de massa do selin-11-en-4ol
A ausência de monoterpenos no óleo essencial dos frutos maduros de H. courbaril,
levou a se pensar que, no processo de amadurecimento destes, estes compostos poderiam ser
volatilizados e daí resolveu-se extrair e identificar os constituintes químicos do óleo essencial
dos frutos verdes da espécie.
4.2 Identificação dos constituintes do óleo essencial das cascas dos frutos verdes de
Hymenaea courbaril L.
De forma semelhante ao óleo essencial das cascas dos frutos maduros de H.
courbaril (OEHC), o estudo da composição química do óleo essencial das cascas dos frutos
verdes (OEHCV) foi realizado por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massa
(CG/EM) na análise qualitativa e por cromatografia gasosa acoplada a detector de ionização
por chama (CG/DIC) na análise quantitativa. Os cromatogramas obtidos por ambas as
técnicas são mostrados nas Figuras 29 e 30, respectivamente.
O
H
H
H
OH
25
Figura 29 - Cromatograma (CG/EM) de OEHCV
Figura 30 - Cromatograma (CG/DIC) de OEHCV
A identificação dos constituintes químicos do óleo essencial das cascas dos
frutos verdes de H. courbaril (OEHCV) foi efetuada de forma semelhante à utilizada para a
identificação e quantificação do óleo essencial das cascas dos frutos maduros (OEHC), sendo
possível, a identificação de 93,34% dos constituintes deste óleo, como mostra a Tabela 04. O
índice de refração obtido foi 1,6703°, a rotação óptica medida foi + 0,028° e a rotação
específica + 0,10°.
26
Tabela 04 – Constituintes do óleo essencial das cascas dos frutos verdes de H. courbaril.
PICO
TEMPO DE
RETENÇÃO (min)
COMPOSTO
%
(CG/DIC)
IK
experimental
2
21,07
-elemeno
0,09
1333
3
21,48
-cubebeno
0,44
1345
4
22,24
-ylangeno
0,14
1367
5
22,48
-copaeno
4,16
1374
7
22,89
7-epi-sesquitujeno
0,75
1386
8
23,40
cipereno
0,08
1401
10
24,02
-cariofileno
27,10
1419
11
24,29
-copaeno
0,14
1428
12
24,40
-trans-bergamoteno
0,87
1431
14
24,67
(Z)--farneseno
1,21
1439
15
24,93
cis-muurola-3,5-dieno
0,09
1447
16
25,16
-humuleno
4,24
1454
17
25,28
allo-aromadendreno
0,51
1458
21
25,84
trans-cadina-1(6),4-dieno
2,31
1475
22
26,07
germacreno-D
31,93
1482
23
26,28
-selineno
0,58
1488
24
26,38
trans-muurola-4(14),5-dieno
0,76
1491
25
26,49
biciclogermacreno
6,48
1494
26
26,69
-amorfeno
0,29
1501
28
27,02
-cadineno
1,11
1511
30
27,18
-cadineno
3,33
1516
32
27,62
trans-cadina-1,4-dieno
0,20
1530
33
27,75
-cadineno
0,23
1534
36
28,45
germacreno B
1,71
1557
37
29,00
espatulenol
0,89
1575
38
29,18
óxido de cariofileno
2,11
1580
39
29,28
globulol
0,21
1583
43
30,02
epóxido de humuleno II
0,27
1607
45
30,55
1-epi-cubenol
0,18
1625
49
31,38
-cadinol
0,79
1653
54
39,92
levomenol
0,14
1887
TOTAL
93,34
As Figuras 31 a 61 mostram os espectros de massas de cada constituinte
identificado, obtidos em espectrômetro de massa através da técnica de impacto eletrônico de
70 eV.
27
Figura 31 – Espectro de massa do -elemeno
Figura 32 – Espectro de massa do -cubebeno
Figura 33 – Espectro de massa do -ylangeno
Figura 34 – Espectro de massa do -copaeno
H
H
H
H
28
Figura 35 – Espectro de massa do 7-epi-sesquitujeno
Figura 36 – Espectro de massa do cipereno
Figura 37 – Espectro de massa do -cariofileno
Figura 38 – Espectro de massa do -copaeno
H
H
H
H
29
Figura 39 – Espectro de massa do -trans-bergamoteno
Figura 40 – Espectro de massa do (Z)--farneseno
Figura 41 – Espectro de massa do cis-muurola-3,5-dieno
Figura 42 – Espectro de massa do -humuleno
H
30
Figura 43 – Espectro de massa do allo-aromadendreno
Figura 44 – Espectro de massa do trans-cadina-1(6),4-dieno
Figura 45 – Espectro de massa do germacreno-D
Figura 46 – Espectro de massa do -selineno
H
H
H
31
Figura 47 – Espectro de massa do trans-muurola-4(14),5-dieno
Figura 48 – Espectro de massa do biciclogermacreno
Figura 49 – Espectro de massa do -amorfeno
Figura 50 – Espectro de massa do -cadineno
H
H
H
H
32
Figura 51 – Espectro de massa do -cadineno
Figura 52 – Espectro de massa do trans-cadina-1,4-dieno
Figura 53 – Espectro de massa do -cadineno
Figura 54 – Espectro de massa do germacreno B
H
H
H
H
33
Figura 55 – Espectro de massa do espatulenol
Figura 56 – Espectro de massa do óxido de cariofileno
Figura 57 – Espectro de massa do globulol
Figura 58 – Espectro de massa do epóxido de humuleno II
H
H
HO
O
H
H
H
H
OH
O
34
Figura 59 – Espectro de massa do 1-epi-cubenol
Figura 60 – Espectro de massa do -cadinol
Figura 61 – Espectro de massa do levomenol
H
OH
H
H
HO
OH
H
35
4.3 Determinação estrutural dos constituintes fixos de Hymenaea courbaril L.
4.3.1 Determinação estrutural de HC–1
Sucessivos fracionamentos cromatográficos de EHHC levaram à obtenção de
EHHC (26-28), (item 5.4.2.1, p. 99), permitindo o isolamento de 121,6 mg de um sólido
cristalino incolor, solúvel em clorofórmio, que foi denominado HC-1, cujo espectro de massa
(Figura 63, p. 42) apresentou o pico íon molecular m/z igual a 360 Daltons.
O espectro de absorção na região do infravermelho (IV), mostrado na Figura 64
(p. 42), mostrou uma banda em freqüência 3414 cm
-1
indicativa da deformação axial da
ligação O – H de grupo hidroxila. As bandas em 1716 e 1735 cm
-1
indicaram deformação
axial da ligação dupla no grupo carbonila de ácido carboxílico e de éster, respectivamente.
Observaram-se bandas em 1239, 1155 e 1124 cm
-1
relativas a vibrações de deformação axial
de C – O. Os valores em 2938 e 2852 cm
-1
corresponderam à deformação axial da ligação de
carbonos sp
3
com hidrogênios, em CH
3
e CH
2
, respectivamente. Este espectro mostrou bandas
em 1638 cm
-1
, correspondente à deformação axial de ligação C = C em sistema conjugado; e
em 1684 cm
-1
, atribuída à deformação axial de ligação C = C em sistema não conjugado. As
freqüências 1443 e 1463 cm
-1
foram relacionadas às deformações angulares de CH
3
e de CH
2
,
respectivamente (SILVERSTEIN; WEBSTER, 2006).
O espectro de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
), mostrado na Figura 65 (p. 43),
apresentou sinais com deslocamentos químicosδentre 4,64 e 6,33, característicos de
absorção de átomos de hidrogênio ligados a carbonos olefínicos. Na expansão 1 deste
espectro (Figura 66, p. 43), foram verificados quatros singletos em 0,86; 1,14; 1,76 e 1,95,
referentes a sinais de átomos de hidrogênio em grupos metila ligados a carbonos não
hidrogenados.
Na expansão 2 do espectro de RMN
1
H (Figura 67, p. 44), os sinais em 4,64,
4,98, 4,91, 5,07, 5,40 e 6,33 indicaram presença de átomos de hidrogênio ligados a átomos
de carbono olefínicos. O sinal em 4,86 mostrou um dubleto de tripleto (J = 11,2 e 4,9 Hz)
referente a hidrogênio ligado a carbono de hibridação sp
3
oxigenado:
H
O
4,86
36
Na Figura 68, correspondente ao espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
),
foram observadas 22 linhas espectrais e, através da comparação com o espectro de RMN
13
C
– DEPT 135° (Figura 69. p. 45), foi possível caracterizar o padrão de hidrogenação relativo a
cada átomo de carbono e distinguir aqueles não hidrogenados dos demais por subtração
espectral. Dessa forma, foi constatada a presença de sete átomos de carbono metilênicos
(CH
2
) e de seis não hidrogenados (C). Os outros nove sinais podem ser atribuídos à presença
de grupos metínicos (CH) e metílicos (CH
3
). Assim, estes dados podem ser conferidos na
Tabela 05.
Tabela 05 – Dados de deslocamentos químicos () dos átomos de carbono não hidrogenados
(C), metilênicos (CH
2
), metínicos (CH) e metílicos (CH
3
), obtidos por
comparação entre espectros de RMN
13
C – BB e de RMN
13
C – DEPT 135°
C
CH
2
CH, CH
3
38,57
18,27
12,10
44,72
23,18
15,70
134,08
38,00
16,44
143,62
38,32
21,09
170,50
43,42
52,54
186,35
110,54
71,59
-
111,96
56,39
-
-
133,06
-
-
141,55
Os sinais em 170,50 e 186,35 sugeriram a presença de grupos carbonila de éster e de
ácido carboxílico, respectivamente; confirmando a sugestão fornecida através dos dados
obtidos no espectro na região do infravermelho. Os sinais em 110,54; 111,96; 133,06;
134,08; 141,55 e 143,62 são correspondentes a sinais de absorção de carbonos olefínicos.
A análise do espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HSQC (Figura 70, p. 45), indicou que os átomos de carbono com absorções em 12,10,
16,44, 15,70 e 21,09 pertenciam a grupos metila (CH
3
), enquanto o sinal em 71,59 sugeriu
átomo de carbono oxigenado, e, de acordo com o espectro HSQC, notou-se a sua correlação
com o sinal de hidrogênio em 4,86:
37
Ainda, em relação ao espectro HSQC, notou-se que o sinal em 133,06
correlaciona-se com o sinal de hidrogênio 5,40 (t, J = 6,2 Hz), mostrando tratar-se de um
carbono metínico (CH). O mesmo foi verificado com o sinal em 141,55, o qual
correlaciona-se com o sinal em 6,33 (dd, J = 17,4 e 10,8 Hz), indicando, também, tratar-se
de um carbono metínico (CH). Com o conhecimento de que o sinal em 134,08 indica
carbono olefínico não hidrogenado, foi possível sugerir a sub-estrutura:
134,08
133,06
141,55
H H
5,40
6,33
Na expansão do espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HSQC (Figura 71, p. 46), notou-se a correlação entre o sinal de carbono olefínico em
110,54 e os sinais de hidrogênio em 5,07 e 4,91, indicando tratar-se de um grupo metileno
terminal. O mesmo fato foi verificado com o sinal de carbono olefínico em 111,96, o qual
apresentou correlação com os átomos de hidrogênio em 4,64 e 4,98. Estes dados levaram à
indicação de dois grupos metileno terminais na molécula:
110,54
H
H
4,91
5,07
111,96
H
H
4,64
4,98
H
O
4,86
71,59
38
Através da análise do espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H
– COSY (Figura 72, p. 46) notou-se a correlação entre os sinais de átomos de hidrogênio em
4,91 e 5,07 com o hidrogênio em 6,33, o que levou a proposição da sub-estrutura:
134,08
133,06
141,55
H H
5,40
6,33
H
H
110,54
4,91
5,07
Foi verificado que os átomos de hidrogênio com sinais em 4,64 e 4,98 não
apresentaram correlação alguma no espectro COSY, podendo-se concluir que estes sinais
correspondem a átomos de hidrogênio de grupo metileno terminal, cujo carbono apresenta
sinal em 111,96, está ligado a um átomo de hidrogênio não hidrogenado, o qual, pela análise
dos valores de deslocamentos químicos da Tabela 05, é identificado como sendo o carbono
em 143,62.
143,62
111,96
H
H
4,64
4,98
O espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC (Figura
73, p 47) e sua expansão (Figura 74, p 47) mostraram a correlação a três ligações (
3
J
CH
) entre
o carbono em 170,50, atribuído a um carbono do grupo carbonila de éster, e o átomo de
hidrogênio em 4,86. Também, indicou a correlação a duas ligações (
2
J
CH
) entre o carbono
em 170,50 e os hidrogênios em 1,95, os quais encontram-se ligados ao carbono metílico
em 21,09, mostrado no espectro de HSQC. Dessa forma, pôde-se elaborar a seguinte sub-
estrutura:
39
O
C
O
CH
3
H
4,86
71,59
170,50
21,09
2
J
CH
3
J
CH
No espectro HMBC, também foi verificado que o átomo de carbono em 71,59
apresentou correlação a duas ligações (
2
J
CH
) com os átomos de hidrogênio em 2,04 e 2,74,
os quais, pela análise do HSQC, encontravam-se ligados ao átomo de carbono metilênico em
43,42 e no espectro COSY, foi verificada a correlação entre os hidrogênios em 4,86 e
2,74. Logo, pôde-se concluir que o carbono em 71,59 está ligado ao carbono em
Com a correlação verificada do carbono em 43,42 a três ligações (
3
J
CH
) com os dois
átomos de hidrogênio 4,64 e 4,98, justifica-se a sub-estrutura:
H
O
C
O
CH
3
CH
2
71,59
43,42
143,62
3
J
CH
O sinal de átomo de carbono em 186,35, referente ao carbono do grupo
carboxila, apresentou correlação a três ligações (
3
J
CH
) com os átomos de hidrogênio em 2,42
e 1,14. Do mesmo modo, os átomos de carbono em 38,00 e em 52,54 apresentaram
correlação a três ligações (
3
J
CH
) com os hidrogênios em 1,14. Já o átomo de carbono sp
3
não
hidrogenado em 44,72 apresentou correlação a duas ligações (
2
J
CH
) com os átomos de
hidrogênio em 2,42 e em 1,14. Então, tornou-se possível a localização do grupo carboxila
na molécula:
40
HOOC
CH
3
186,35
1,14
44,72
38,00 52,54
3J
CH
2
J
CH
3
J
CH
Baseados nos dados espectrais apresentados, no conhecimento das classes de
substâncias presentes nesta espécie e na comparação com os dados descritos na literatura para
o (-)-zanzibarato de metila (IMAMURA; MIRANDA; GIACOMINI, 2004), foi possível
concluir que HC-1 tratava-se do diterpeno ent-labdânico, ácido zanzibárico (Figura 62),
substância já isolada da espécie na forma de éster metílico. A Tabela 06 mostra os dados
espectroscópicos de HC-1 comparados com dados da literatura descritos para (-)-zanzibarato
de metila.
HOOC
CH
3
CH
3
O
H
C
O
CH
3
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
H
Figura 62 – Estrutura do ácido zanzibárico
Nome químico: ácido decaidro-6-acetiloxi-4,10-dimetil-8-metileno-9-(3-metil-2,4-
pentadienil)-4-naftalenocarboxílico.
41
Tabela 06 – Dados espectroscópicos de HC-1 comparados com dados da literatura (IMAMURA; MIRANDA; GIACOMINI, 2004).
C
RMN
1
H
RMN
13
C
HMBC
(-)-zanzibarato de metila
(IMAMURA et al, 2004)
HC–1
(-)-zanzibarato de metila
(IMAMURA et al, 2004)
HC–1
2
J
CH
3
J
CH
C
4
-
-
44,5
44,72
H-5; H-18
8
-
-
143,7
143,62
2H-7; H-9
H-11
10
-
-
38,4
38,57
H-5; H-20
-
13
-
-
133,9
134,08
H-16
2H-15
19
-
-
179,5
186,35
-
H-5;H-18
21
-
-
170,5
170,50
H-22
H-6
CH
5
2,44 (d; 11,0)
2,42 (d; 11,6)
52,1
52,54
-
H-7; H-18; H-20
6
4,85 (dt; 11,0; 5,1)
4,86 (dt; 11,2; 4,8)
71,3
71,59
2H-7; H-6
-
9
1,92 (d; 12,9)
1,91
56,2
56,39
H-11
H-5;
H-7;H-12;2H-17;H-20
12
5,40 (t; 6,4)
5,40 (t; 6,2)
133,1
133,06
-
H-14
14
6,33 (dd; 10,6; 17,2)
6,33 (dd; 17,4; 10,8)
141,5
141,55
H-15
H-12; H-16
CH
2
1
1,18-1,30 (m) e 1,80-1,86 (m)
1,25-1,30 (m)
38,1
38,32
-
H-3
2
1,54-1,62 (m)
1,57-1,63 (m)
18,0
18,27
-
-
3
1,54-1,62 (m) e 1,69-1,74 (m)
1,57-1,63 (m) e 1,81-1,86 (m)
37,5
38,00
-
H-18
7
2,06 (t; 11,0) e 2,72 (dd; 11,0; 5,1)
2,04 (t; 11,4) e 2,74 (dd; 12,1; 4,8)
43,1
43,42
-
2H-17
11
2,12-2,21 (m) e 2,36-2,42 (m)
2,14-2,17 (m) e 2,38-2,39 (m)
22,9
23,18
H-12
-
15
4,90 (d; 10,6) e 5,06 (d; 17,2)
4,91 (d; 15,4) e 5,07 (d; 17,4)
110,3
110,54
-
-
17
4,62 (s)
4,64 (s) e 4,98 (s)
111,5
111,96
-
2H-7
CH
3
16
-
1,76 (s)
-
12,10
-
H-12; H-14
18
-
1,14 (s)
-
16,44
-
H-3
20
-
0,86 (s)
-
15,70
-
-
22
-
1,95 (s)
-
21,09
-
-
42
Figura 63 – Espectro de massa (70 eV) de HC–1
Figura 64 – Espectro de absorção na região do IV de HC-1 (em brometo de potássio)
43
Figura 65 - Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC-1
Figura 66 – Expansão 1 do Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC-1
44
Figura 67 – Expansão 2 do Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC-1
Figura 68 – Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
) de HC–1.
45
Figura 69 – Espectro de RMN
13
C – DEPT 135° (125 MHz, CDCl
3
) de HC-1
Figura 70 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC de HC-1
46
Figura 71 - Expansão do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HSQC de HC-1
Figura 72 – Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – COSY de HC-1
47
Figura 73 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC-1
Figura 74 – Expansão do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC de HC-1
48
4.3.2 Determinação estrutural de HC–2
A partir de tratamentos cromatográficos, em gel de sílica de EHHC, obteve-se a
fração EHHC(31-39)(243-329)(16-56), (item 5.4.2.4, p.102), da qual foram isolados 6,7 mg
de um sólido esverdeado de aspecto cristalino, solúvel em clorofórmio, que foi denominado
de HC-2, cujo espectro de massa (Figura 79, p. 63) apresentou pico de íon molecular m/z 220
Daltons.
O espectro de absorção na região do infravermelho (IV), mostrado na Figura 80,
p. 63, mostrou uma banda forte em freqüência 3403 cm
-1
indicativa de deformação axial da
ligação simples de grupo hidroxila (OH). Os sinais em 2931 e 2860 cm
-1
foram relacionados
com a deformação axial da ligação de carbonos sp
3
com hidrogênios, em CH
3
e CH
2
,
respectivamente. A banda mostrada em freqüência 1065 cm
-1
foi relativa às vibrações de
deformação axial da ligação C – O. Os valores em 1400 e 1460 cm
-1
corresponderam às
deformações angulares de ligações nos grupos CH
3
e CH
2
, respectivamente.
O espectro de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
), mostrado na Figura 81 (p. 64),
apresentou sinais de deslocamentos químicos () entre 0,86 e 3,36 ppm, referentes a átomos
de hidrogênio em grupos alquilas. O multipleto em 3,35 pode ser atribuído a hidrogênio
ligado a átomo de carbono sp
3
oxigenado. Na expansão deste espectro (Figura 82, p. 64), são
observados singletos em δ 0,85; 0,94 e 0,96, indicando presença de hidrogênios de grupos
metila ligados a átomos de carbono não hidrogenados.
Na Figura 83 (p. 65), correspondente ao espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz,
CDCl
3
), foram observadas 15 linhas espectrais e, através da comparação com o espectro de
RMN
13
C – DEPT 135° (Figura 85, p. 66), foi possível caracterizar o padrão de hidrogenação
relativo a cada átomo de carbono e distinguir aqueles não hidrogenados dos demais, por
subtração espectral. Assim, pôde-se verificar a presença de seis grupos metilênicos (CH
2
) e
três átomos de carbono não hidrogenados. Os demais seis sinais estão relacionados à presença
de átomos de carbono em grupos metínicos (CH) e metílicos (CH
3
). Com esta análise, os
dados de deslocamentos químicos podem ser conferidos na Tabela 07.
49
Tabela 07 – Dados de deslocamentos químicos () dos carbonos não hidrogenados (C),
metilênicos (CH
2
), metínicos e metílicos (CH e CH
3
), obtidos por comparação
entre espectros de RMN
13
C – BB e de RMN
13
C – DEPT 135°
C
CH
2
CH, CH
3
35,11
20,49
38,11
39,42
28,14
44,03
70,88
33,14
72,35
-
34,18
20,88
-
35,58
26,79
-
42,30
30,24
A expansão do espectro de RMN
13
C – BB (Figura 84, p. 65) mostrou sinais de
deslocamento químico () em 70,88 e 72,35, referentes a átomos de carbono de hibridação sp
3
ligados a átomos de oxigênio. Por tanto, pôde-se sugerir que o átomo de carbono em 72,35
tratava-se de um carbono mono-hidrogenado. Os demais sinais compreendidos entre 20,49 e
44,03 são relativos a átomos de carbono de grupos alquilas não oxigenados.
Então, também pôde ser percebida a presença dos grupos:
OH
CH
72,35
OH
70,88
Observando o espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HSQC (Figura 86, p. 66), foi verificado que os átomos de carbono com sinais em 20,88;
26,79 e 30,24 apresentaram correlações com sinais singletos de hidrogênios em 0,96; 0,86 e
0,94, respectivamente, indicando tratar-se de hidrogênios de três grupos metila (CH
3
). Assim,
pôde-se concluir que os átomos de carbono com sinais em 38,11; 44,03 e 72,35 são mono-
hidrogenados.
50
No espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC
(Figura 87, p. 67), pôde-se identificar as correlações a duas (
2
J
CH
) e a três ligações(
3
J
CH
) entre
átomos de carbono e de hidrogênio alquílicos compreendidos entre 0,86 e 3,36.
Na expansão 1 do espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC (Figura 88, p. 67), foram verificadas as correlações a duas ligações (
2
J
CH
) do átomo de
carbono em 39,42 com os três átomos de hidrogênio em 0,86; a três ligações (
3
J
CH
) do
átomo de carbono em 35,58 com, também, os três átomos de hidrogênio em 0,86; e a três
ligações (
3
J
CH
) do átomo de carbono em 42,30 com os já citados átomos de hidrogênio:
Foram verificadas correlações a duas ligações (
2
J
CH
) do átomo de carbono em
39,42 com os dois átomos de hidrogênio em 1,37; e do átomo de carbono em 20,49 com
os hidrogênios em 1,10 e 1,36:
O átomo de carbono em 35,11 apresentou correlação a duas ligações (
2
J
CH
)
com os três átomos de hidrogênio em 0,94 e 0,96. Foram também observadas correlações a
três ligações (
3
J
CH
) foram observadas do átomo de carbono em 34,18 com os três
CH
3
42,30
2
J
CH
3
J
CH
3
J
CH
0,86
35,58
39,42
CH
3
35,58
39,42
CH
2
1,37
2
J
CH
20,49
35,58
H
H
1,36
1,10
2
J
CH
2
J
CH
51
hidrogênios em 0,96 e em e do carbono em 44,03 com os três átomos de hidrogênio
em 0,94 e em :
A análise da expansão 2 do espectro bidimensional HMBC (Figura 89, p. 68),
mostrou correlação a duas ligações (
2
J
CH
) do átomo de carbono em 38,11 com o átomo de
hidrogênio em 1,83 e correlação a três ligações (
3
J
CH
) do carbono em δ 20,49 com o
hidrogênio em 2,15:
Na expansão 3 do espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC (Figura 90, p. 68), foram verificadas correlações a três ligações (
3
J
CH
) do átomo de
carbono em 72,35 com os três átomos de hidrogênio em 0,86, o que permitiu localizar a
posição de um dos grupos hidroxila, o qual encontra-se ligado ao átomo de carbono citado. Da
mesma forma, também foram observadas correlações a três ligações (
3
J
CH
) do átomo de
carbono em 70,88 com os dois átomos de hidrogênio em 1,50 e 1,52, sendo possível a
localização do outro grupo hidroxila.
CH
3
H
3
C
35,11
34,18
44,03
0,96
0,94
20,88
30,24
3
J
CH
2
J
CH
2
J
CH
3
J
CH
H
H
20,49
44,03
38,11
1,83
2,15
3
J
CH
2
J
CH
52
Também, pôde ser verificada correlação a três ligações (
3
J
CH
) do átomo de
carbono em 70,88 com o átomo de hidrogênio em 1,83:
O espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – COSY (Figura
91, p. 69) mostrou correlações do sinal de hidrogênio em 3,35 com os sinais em 1,71 e
1,98; e destes com os hidrogênios em 1,48 e 1,55. Também, foi possível identificar
correlações do hidrogênio em 1,83 com o hidrogênio em 2,15; e deste último, com os
hidrogênios em 1,50 e 1,52:
OH
CH
3
3
J
CH
0,86
39,42
72,35
26,79
70,88
38,11
34,18
H
H
OH
1,50
1,52
3
J
CH
3
J
CH
H
OH
70,88
38,11
44,03
1,83
3
J
CH
53
A análise dos dados de RMN
1
H e RMN
13
C (uni e bidimensionais) dispostos na
Tabela 08 e as informações adicionais obtidas pela interpretação dos espectros de massas
(Figura 79, p.63), permitiram concluir que HC-2 trata-se do sesquiterpeno, cuja estrutura é
ilustrada na Figura 75.
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
CH
3
H
3
C
H
3
C
OH
OH
Figura 75 – Estrutura proposta para HC–2
OH
H
H
H
H
H
72,35
33,14
1,98
3,35
1,71
1,48
1,55
H
H
H
H
1,83
44,03
38,11
2,15
34,18
1,52
1,50
54
Tabela 08 – Dados espectroscópicos de HC-2 em CDCl
3
.
C
RMN
1
H
RMN
13
C
HMBC
2
J
CH
3
J
CH
C
8
-
39,42
3H-15; 2H-12
1
-
70,88
H-5; 2H-3
4
-
35,11
H-5; 3H-13; 3H-14
2H-6
CH
5
1,83 (m)
44,03
H-2
H-3a; 3H-13; 3H-14
9
3,35 (m)
72,35
3H-15; 2H-12
2
2,15 (m)
38,11
H-5
2H-11; 2H-12
CH
2
6
1,50 (m) e 1,35 (m)
20,49
2H-7
H-2
7
1,36 (m) e 1,10 (m)
35,58
2H-6
3H-15
10
1,98 (m) e 1,71 (m)
28,14
H-11a
11
1,55 (dt) e 1,48 (m)
33,14
3
1,52 (m) e 1,50 (m)
34,18
H-2
3H-13; 3H-14
12
1,37 (m)
42,30
H-7b; 3H-15
CH
3
13
0,94 (s)
20,88
H-5; H-3b; 3H-14
14
0,96 (s)
30,24
H-5; H-3b; 3H-13
15
0,85 (s)
26,79
H-7a
55
Através de pesquisa bibliográfica observou-se a existência de três
estereoisômeros da estrutura proposta para HC–2 (Figura 76).
OH
H
OH
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
OH
OH
H
H
H
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
OH
H
OH
H
H
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
( I )
( II )
( III )
Figura 76 – Estereoisômeros da estrutura proposta para HC–2
ESTRUTURA
REFERÊNCIA
I
BOHLMANN; ZIESCHE, 1981
II
HEYMANN et al., 1994
III
HEYMANN et al., 1994
Os valores de deslocamentos químicos de RMN
13
C dos três estereoisômeros e
os observados para HC–2, foram comparados, como mostrado na Tabela 09.
56
Tabela 09: Valores de deslocamentos químicos de RMN
13
C (CDCl
3
) de HC–2 e das
estruturas propostas (I, II e III).
HC–2
I
II
III
C
1
70,88
72,60
70,40
70,70
4
35,11
34,00
35,30
35,00
8
39,42
37,60
38,80
39,30
CH
2
38,11
49,10
37,40
38,00
5
44,03
41,70
43,80
43,80
9
72,35
74,20
78,20
72,10
CH
2
3
34,18
38,50
34,00
34,00
6
20,49
22,10
20,00
20,30
7
35,58
34,50
29,45
35,30
10
28,14
35,80
29,52
28,10
11
33,14
27,20
38,00
33,30
12
42,30
36,50
47,50
42,40
CH
3
13
20,88
24,50
20,70
20,80
14
30,24
30,10
30,60
30,50
15
26,79
27,20
28,70
31,20
A comparação dos valores de deslocamento químico dos átomos de carbono de
HC-2 com os correspondentes valores das estruturas I, II e III, permitiu a exclusão da
estrutura I, uma vez que os referidos valores para os átomos de carbono de I apresentaram-se
bem diferentes daqueles observados para HC-2; e estando esta estrutura excluída, a escolha
para esta representação passou a ser estudada nas estruturas epiméricas II e III, as quais
diferem, entre si, pela configuração do átomo de carbono 9.
Comparando o valor de igual a 29,45, referente ao átomo de carbono 7 da
estrutura II, e δ igual a 35,30, do mesmo átomo de carbono na estrutura III, foi verificado que
essa diferença ocorreu em razão do efeito protetor da hidroxila sobre C-7, devido à
disposição espacial deste grupo em C-9, na estrutura II. O mesmo efeito foi identificado na
estrutura III, na qual a disposição espacial do grupo hidroxila de C-9 foi responsável pelo
valor de do átomo de carbono 12 igual a 42,40, inferior ao valor de δ de C-12 igual a 47,50,
apresentado na estrutura III. Como o valor de 42,40 foi próximo ao valor de igual a 42,30
do átomo de carbono 12 de HC-2, pôde-se supor que a estrutura III poderia representar
57
melhor, a estereoquímica de HC–2, indicando haver efeito protetor do grupo hidroxila de C-
9 sobre o átomo de carbono 12, por este ser coplanar ao grupo hidroxila em questão.
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
OH
OH
H
H
H
OH
OH
H
H
H
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
efeito
efeito
( II ) ( III )
Também foram feitos os espectros de RMN
13
C e RMN
1
H de HC–2, em
CD
3
COCD
3
e estes dados estão dispostos na Tabela 10.
58
Tabela 10: Comparação de dados obtidos em espectros de RMN de HC–2, em CD
3
COCD
3
e
em CDCl
3
.
C
HC–2 em CD
3
COCD
3
HC–2 em CDCl
3
HSQC
HSQC
RMN
13
C
RMN
1
H
RMN
13
C
RMN
1
H
C
1
70,46
-
70,88
-
4
35,41
-
35,11
-
8
40,02
-
39,42
-
CH
2
39,38
2,25 (m)
38,11
2,15 (m)
5
44,68
1,92 (m)
44,03
1,83 (m)
9
72,13
3,36 (m)
72,35
3,35 (m)
CH
2
3
35,94
1,61 (t, 9,5); 1,42
34,18
1,52 (m), 1,50 (m)
6
21,36
1,49; 1,34
20,49
1,50 (m), 1,35 (m)
7
36,56
1,50 (m), 1,10
35,58
1,36 (m), 1,10 (m)
10
29,29
2,05 (m), 1,91 (m)
28,14
1,98 (m), 1,71 (m)
11
34,38
1,69, 1,42
33,14
1,55 (dt), 1,48 (m)
12
43,85
1,52 (d, 12,9), 1,34 (d, 12,9)
42,30
1,37 (m)
CH
3
13
21,33
0,99 (s)
20,88
0,96 (s)
14
30,93
0,98 (s)
30,24
0,94 (s)
15
27,61
0,88 (s)
26,79
0,85 (s)
O estudo do espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H –
NOESY, em CD
3
COCD
3
, e sua expansão, (Figuras 98 e 99, p. 72 e 73), mostrou correlação
entre o átomo de hidrogênio em 3,36, que está diretamente ligado ao átomo de carbono 9, e
os átomos de hidrogênio em 0,88, ligados ao carbono 15, assim como, o hidrogênio em
59
1,50 de C-7. Como não foi verificada correlação entre o hidrogênio em 3,36, ligado a C-9, e
os hidrogênios em 1,34 e 1,52, ligados ao carbono 12, pôde-se concluir que o átomo de
hidrogênio do carbono 9 encontra-se em um plano oposto ao átomo de carbono, cabeça de
ponte, 12. Logo, o grupo hidroxila ligado ao carbono 9 apresentou-se coplanar à ponte
possuidora do carbono 12, o que foi coerente com a estrutura III proposta.
OH
OH
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
H
3
C
H
3
C
H
H
HO
H
H
OH
H
H
H
H
H
H
3
C
H
H
H
H
1
2
3
4
5
6
7
8
15
12
9
10
11
13
14
A Tabela 11 mostra os dados de RMN
1
H e RMN
13
C (uni e bidimensionais) de
HC-2, assim como os descritos na literatura para o caryolano-1,9-diol (HEYMANN et al.,
1994).
60
Tabela 11 – Dados espectroscópicos de HC-2 comparados com dados da literatura (HEYMANN et al., 1994).
C
RMN
1
H
RMN
13
C
HMBC de HC–2
caryolano-1,9-diol
(HEYMANN et al, 1994)
HC–2
caryolano-1,9-diol
(HEYMANN et al, 1994)
HC–2
2
J
CH
3
J
CH
C
8
-
-
39,30
39,42
3H-15; 2H-12
1
-
-
70,70
70,88
H-5;2H-3
4
-
-
35,00
35,11
H-5;3H-13;3H-14
2H-6
CH
5
1,89 (m)
1,83 (m)
43,80
44,03
H-2
H-3a;3H-13;3H-14
9
3,44 (t)
3,35 (m)
72,10
72,35
3H-15;2H-12
2
2,22 (m)
2,15 (m)
38,00
38,11
H-5
2H-11;2H-12
CH
2
6
1,53 (m) e 1,39 (m)
1,50 (m) e 1,35 (m)
20,30
20,49
2H-7
H-2
7
1,42 (m) e 1,15 (m)
1,36 (m) e 1,10 (m)
35,30
35,58
2H-6
3H-15
10
2,04 (m) e 1,77 (m)
1,98 (m) e 1,71 (m)
28,10
28,14
H-11a
11
1,64 (dt) e 1,51 (m)
1,55 (dt) e 1,48 (m)
33,30
33,14
3
1,54 (t) e 1,49 (dd)
1,52 (m) e 1,50 (m)
34,00
34,18
H-2
3H-13;3H-14
12
1,42 (d) e 1,47 (d)
1,37 (m)
42,40
42,30
H-7b;3H-15
CH
3
13
1,00 (s)
0,94 (s)
20,80
20,88
H-5;H-3b;3H-14
14
1,02 (s)
0,96 (s)
30,50
30,24
H-5;H-3b;3H-13
15
0,93 (s)
0,85 (s)
26,70
26,79
H-7a
61
De acordo com os dados discutidos, principalmente de RMN (uni e
bidimensionais), nos dados de espectrometria de massa, no conhecimento das classes de
substâncias presentes nesta espécie e na comparação com os dados descritos na literatura para
o o caryolano-1,9-diol (HEYMANN et al., 1994), foi possível concluir que HC-2 tratava-se
do sesquiterpeno, caryolano-1,9-diol (Figura 77), que no melhor dos nossos conhecimentos
está sendo relatada pela primeira vez no gênero Hymenaea.
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
CH
3
H
3
C
H
3
C
OH
OH
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
Figura 77 – Estrutura do caryolano-1,9-diol
Nome químico: (1R,2S,5R,8S,9S)-4,4,8-trimetiltriciclo[6.3.1.0]dodecano-1,9-diol
62
H
2
O
o
o
m/z 220
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
54
3
2
1
OH
m/z 179
OH
15
14
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
m/z 202
m/z 161
15
14
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
Me
.
m/z 187
15
13
12
11
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
m/z 202
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
H
2
O
m/z 220
H
2
O
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
54
3
2
1
OH
C
15
H
26
O
2
m/z 238 (ausente)
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
OH
OH
MeC=CH
2
MeC=CH
2
Figura 78 – Fragmentos propostos para os principais picos observados no espectro de massa
de HC-2
63
Figura 79 – Espectro de massa (70 eV) de HC–2
Figura 80 – Espectro de absorção na região do IV de HC–2 (em brometo de potássio)
64
Figura 81 – Espectro de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
) de HC–2
Figura 82 – Expansão do Espectro de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
) de HC–2
65
Figura 83 – Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
) de HC–2
Figura 84 – Expansão do Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
) de HC–2
66
Figura 85 – Espectro de RMN
13
C – DEPT 135° (125 MHz, CDCl
3
) de HC–2
Figura 86 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC de HC–2
67
Figura 87 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–2
Figura 88 – Expansão 1 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC de HC–2
68
Figura 89 – Expansão 2 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC de HC–2
Figura 90 – Expansão 3 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC de HC–2
69
Figura 91 – Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – COSY de HC-2
Figura 92 – Espectro de RMN
1
H (500 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC–2
70
Figura 93 – Expansão do Espectro de RMN
1
H (500 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC–2
Figura 94 – Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC–2
71
Figura 95 – Expansão 1 do Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC–2
Figura 96 – Expansão 2 do Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC–2
72
Figura 97 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC
(CD
3
COCD
3
) de HC–2.
Figura 98 – Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – NOESY (500
MHz, CD
3
COCD
3
) de HC-2.
73
Figura 99 – Expansão do Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H –
NOESY (500 MHz, CD
3
COCD
3
) de HC-2.
74
4.3.3 Determinação estrutural de HC–3
O fracionamento cromatográfico, em gel de sílica, de EAHC permitiu a obtenção
das frações denominadas EAHC(19-26)(11)(3-7) e EAHC(19-26)(11)(8-34), (itens 5.4.3.3 e
5.4.3.4, pp. 106 e 107), das quais foram obtidos 20,5 mg de um sólido cristalino incolor,
solúvel em clorofórmio, que foi denominado HC-3, cujo espectro de massa (Figura 101, p.
83) apresentou o pico íon molecular m/z igual a 302 Daltons.
O espectro de absorção na região do infravermelho (IV), mostrado na Figura 102
(p. 83), mostrou uma banda em freqüência 3020 cm
-1
relacionada à deformação axial da
ligação O – H de grupo hidroxila. A banda em 1693 cm
-1
indicou deformação axial da ligação
C = O. Foi verificada uma absorção forte em 1216 cm
-1
característica de vibrações de
deformação axial da ligação C – O. Os valores em 2931 e 2855 cm
-1
corresponderam à
deformação axial da ligação de carbonos sp
3
com átomos de hidrogênio, em grupos CH
3
e
CH
2
, respectivamente. Foram observadas bandas em 1642 cm
-1
, relativa à deformação axial
de ligação C = C de sistema conjugado, e em 1693 cm
-1
, relacionada à deformação axial de
ligação C = C de sistema não conjugado. A banda em 1445 cm
-1
foi atribuída à deformação
angular de CH
3
.
O espectro de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
), mostrado na Figura 103 (p. 84),
apresentou sinais com deslocamentos químicos () entre 4,60 e 6,38, característicos de átomos
de hidrogênio ligados a carbonos olefínicos. Na expansão 1 deste espectro (Figura 104, p. 84),
os sinais compreendidos entre 0,73 e 2,39 caracterizaram átomos de hidrogênio ligados a
carbonos sp
3
. Os singletos em 0,73 e 1,13 indicaram átomos de hidrogênio ligados a
carbonos de grupos metila. Foi verificado um dubleto de dubleto em 1,98 (J = 2,7 e 12,4
Hz), o que levou a supor a presença de átomo de hidrogênio com acoplamento axial-
equatorial e axial-axial, respectivamente.
Na expansão 2 do espectro de RMN
1
H (Figura 105, p. 85) observou-se quatro
singletos largos em 4,60, 4,88, 4,99 e 5,02 e dois dubletos em 5,07 (1H, J = 10,8 Hz) e em
5,23 (1H, J = 17,6 Hz) correspondentes a sinais de hidrogênios olefínicos. Foi verificado
também neste espectro um dubleto de dubleto em 6,38 (1H, J = 10,8 e 17,6 Hz), indicando
que este átomo de hidrogênio estava acoplado com os hidrogênios com sinais de absorção em
δ 5,07 e 5,23 .
75
Na Figura 106 (p. 85), correspondente ao espectro de RMN
13
C – BB, foram
verificadas 20 linhas espectrais e, por comparação com o espectro de RMN
13
C – DEPT 135°
(Figura 107, p. 86), tornou-se possível a caracterização do padrão de hidrogenação relativo
aos átomos de carbono e distinguir aqueles não hidrogenados dos demais, por meio de
subtração espectral. Assim, constatou-se a presença de cinco átomos de carbono não
hidrogenados. Os outros quinze sinais foram atribuídos a carbonos hidrogenados, dos quais
dez eram metilênicos (CH
2
) e cinco envolviam carbonos mono-hidrogenados (CH) e metílicos
(CH
3
). Dessa forma, pôde-se elaborar a Tabela 12.
Tabela 12 – Dados de deslocamentos químicos () dos carbonos não hidrogenados (C),
metilênicos (CH
2
), metínicos e metílicos (CH e CH
3
), obtidos por comparação
entre espectros de RMN
13
C – BB e de RMN
13
C – DEPT 135°.
C
CH
2
CH, CH
3
39,09
18,64
14,99
47,71
22,37
16,58
147,23
27,09
49,81
148,10
30,37
56,71
184,20
37,32
139,26
-
38,08
-
-
38,14
-
107,21
-
-
113,43
-
-
115,81
-
Os sinais compreendidos entre 14,99 e 56,71 foram atribuídos a átomos de
carbono alquílicos (sp
3
), enquanto os sinais entre 107,21 e 148,10 indicaram carbonos
olefínicos (sp
2
). Já o sinal em 184,20 foi relativo a carbono carboxílico.
Como os sinais em 107,21; 113,43 e 115,81 foram atribuídos a carbonos
metilênicos e olefínicos e desta forma, pôde-se concluir que estes se tratavam de átomos de
carbono pertencentes a grupos metilenos terminais.
76
No espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC (Figura
108, p. 86), foi identificada correlação entre o átomo de carbono sp
3
em 56,71 e o átomo de
hidrogênio em 1,78 e correlação entre o átomo de carbono sp
2
em 139,26 e o átomo de
hidrogênio em 6,38 (dd, J = 10,8 e 17,6 Hz), caracterizando, dessa forma, dois dos grupos
metínicos (CH) da molécula.
Na expansão 1 do espectro HSQC (Figura 109, p. 87), foi verificada correlação
entre o átomo de carbono em 49,81 e o hidrogênio em 1,98, caracterizando, portanto, mais
de um átomo de carbono mono-hidrogenado de HC–3. Também, foram identificadas
correlações entre o átomo de carbono em 14,99 e os de hidrogênio em 0,73 e entre o
carbono em 16,58 e os três hidrogênios em 1,13, indicando, dessa forma, a presença de
dois grupos metila. Dentre os grupos metilenos presentes na substância estudada, foi possível
a identificação de seis destes grupos, através das correlações verificadas entre: o átomo de
carbono em 18,64 e os átomos de hidrogênio em 1,63; o átomo de carbono em 22,37 e
os átomos de hidrogênio em 1,54 e 1,70; o átomo de carbono em 27,09 e os átomos de
hidrogênio em 1,39; o átomo de carbono em 37,32 e os átomos de hidrogênio em 1,67; o
átomo de carbono em 38,08 e os átomos de hidrogênio em 1,78 e o átomo de carbono em
38,14 e os átomos de hidrogênio em 2,39.
A análise da expansão 2 do espectro HSQC (Figura 110, p. 87) mostrou as
correlações envolvendo os três grupos metilenos terminais, as quais ocorreram entre o átomo
de carbono em 107,21 e os hidrogênios em 4,60 e 4,88, entre o carbono em 113,43 e os
hidrogênios em 5,07 (d, J = 10,8 Hz) e 5,23 (d, J = 17,6 Hz) e entre o átomo de carbono em
115,81 e os hidrogênios em 4,99 e 5,02.
No espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC
(Figura 111, p. 88), foi verificado que os átomos de carbono em 30,37 e 115,81
apresentaram correlações a três ligações (
3
J
CH
) com o átomo de hidrogênio em 6,38 (dd, J =
10,8 e 17,6 Hz) e que o átomo de carbono em 147,23 apresentou correlação a duas ligações
(
2
J
CH
) com o referido átomo de hidrogênio.
77
O átomo de carbono em 147,23 apresentou correlações a três ligações (
3
J
CH
)
com os átomos de hidrogênio em 5,07 (d, J = 10,8 Hz) e 5,23 (d, J = 17,6 Hz). Já o carbono
em 139,26 apresentou correlação a duas ligações (
2
J
CH
) com o átomo de hidrogênio em
5,23.
H
H
H
6,38
139,26
115,81
3
J
CH
147,23
113,43
3
J
CH
2
J
CH
5,07
5,23
Também, os átomos de carbono em 38,08 e 56,71 apresentaram correlações a
três ligações (
3
J
CH
) com os átomos de hidrogênio em 4,60 e 4,88.
H
H
56,71
107,21
4,60
4,88
38,08
3
J
CH
3
J
CH
3
J
CH
3
J
CH
78
O grupo carboxila da molécula pôde ser posicionado com a observação da
correlação a duas ligações (
2
J
CH
) entre o átomo de carbono em 47,71 e os hidrogênios em
1,13 e da correlação a três ligações (
3
J
CH
) entre o átomo de carbono em 184,20 e os
hidrogênios em 1,13.
H
3
C
COOH
47,71
184,20
16,58
1,13
3
J
CH
2
J
CH
Com a análise da expansão 1 do espectro HMBC (Figura 112, p. 88), foram
verificadas a correlação a duas ligações (
2
J
CH
) entre o átomo de carbono em 27,09 e o átomo
de hidrogênio em 1,98 (dd, J = 2,7 e 12,4 Hz) e a correlação a duas ligações (
2
J
CH
) entre o
átomo de carbono em 22,37 e os átomos de hidrogênio em 2,05.
H
49,81
1,98
27,09
2
J
CH
30,37
22,37
2
J
CH
H H
2,05
2,05
2
J
CH
A expansão 2 do espectro HMBC (Figura 113, p. 89) mostrou correlações a três
ligações entre o átomo de carbono em 37,32 e os átomos de hidrogênio em 1,13, entre o
átomo de carbono em 38,14 e os hidrogênios em 0,73, entre o carbono em 49,81 e os
átomos de hidrogênio em 0,73 e 1,13 e entre o carbono em 56,71 e os hidrogênios em
0,73. Correlações a duas ligações (
2
J
CH
) foram verificadas entre o átomo de carbono em
39,09 e os átomos de hidrogênio em 0,73 e entre o átomo de carbono em 47,71 e os
hidrogênios em 1,13 e 1,98 (dd, J = 2,7 e 12,4 Hz).
79
H
3
C
CH
3
H
38,14
18,64
37,32
47,71
49,81
39,09
56,71
14,99
16,58
0,73
1,13
1,98
3
J
CH
2
J
CH
3
J
CH
3
J
CH
3
J
CH
2
J
CH
3
J
CH
2
J
CH
Analisando, novamente, o espectro HMBC (Figura 111, p. 88), identificou-se a
correlação a três ligações (
3
J
CH
) entre o átomo de carbono em 56,71 e os átomos de
hidrogênio em 2,39, a qual, com os dados obtidos na observação da expansão 2, deste
espectro, pôde ser localizada:
COOH
HH
38,14
18,64
37,32
47,71
49,81
39,09
56,71
14,99
16,58
3
J
CH
2,39 2,39
3
J
CH
184,20
Na expansão 3 do espectro HMBC (Figura 114, p. 89), foi observada correlação
a três ligações (
3
J
CH
) entre o átomo de carbono em 139,26 e os átomos de hidrogênio em
4,99 e 5,02, o que possibilitou a localização de mais um dos grupos metilenos terminais.
80
H
HH
4,995,02
6,38
139,26
115,81
3
J
CH
3
J
CH
147,23
113,43
A expansão 4 do espectro HMBC (Figura 115, p. 90) mostrou correlação a duas
ligações (
2
J
CH
) entre o átomo de carbono em 147,23 e os átomos de hidrogênio em 2,05 e
correlação a três ligações (
3
J
CH
) entre o átomo de carbono em 139,26 e os átomos de
hidrogênio em 2,05. Também, foi observada a correlação a duas ligações (
2
J
CH
) entre o
átomo de carbono em 148,10 e os átomos de hidrogênio em 1,78.
30,37
22,37
3
J
CH
H H
2,05
2,05
147,23
139,26
115,81
113,43
2
J
CH
2
J
CH
3
J
CH
H
H
2
J
CH
27,09
38,08
56,71
148,10
107,21
1,78
1,78
2
J
CH
O espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – COSY (Figura
116, p. 90) mostrou correlação entre o átomo de hidrogênio em 6,38 (dd, J = 10,8 e 17,6 Hz)
e os hidrogênios em 5,07 (d, J = 10,8 Hz) e 5,23 (d, J = 17,6 Hz).
30,37
22,37
H
H
H
147,23
139,26
115,81
113,43
6,38
5,07
5,23
81
Também, foram verificadas correlações entre os átomos de hidrogênio em 1,54
e 1,70 e em 1,54 e 1,78.
30,37
22,37
H
H
H
147,23
139,26
115,81
56,71
113,43
1,78
1,54
1,70
Através da comparação dos dados de deslocamentos químicos de RMN
1
H e
RMN
13
C (uni e bidimensionais) de HC-3 (Tabela. 13 p. 82) com dados descritos na literatura
(MARTINS et al., 1999) e no conhecimento das classes de substâncias presentes na espécie
estudada, foi possível concluir que HC–3 tratava-se do diterpeno ent-labdânico, ácido
isoózico (Figura 100), substância isolada na forma de éster metílico de H. courbaril (KHOO;
OEHLSCHLANGER; OURISSON, 1973 e NOGUEIRA et., 2001).
COOH
H
2
1
3
4
5
10
6
7
8
9
17
16
15
11
12
14
13
20
19
18
Figura 100 – Estrutura do ácido isoózico
Nome químico: ácido decaidro-4,10-dimetil-8-metileno-9-(3-metileno-4-pentenil)-4-
naftalenocarboxílico.
82
Tabela 13 – Dados espectroscópicos de HC-3 comparados com dados da literatura (MARTINS et al., 1999).
C
RMN
1
H
RMN
13
C
HMBC
Ácido isoózico (MARTINS et al., 1999)
HC–3
Ácido isoózico
(MARTINS et al., 1999)
HC–3
2
J
CH
3
J
CH
C
4
-
-
47,5
47,71
3H-18; H-5
8
-
-
147,8
148,10
2H-7
10
-
-
38,8
39,09
3H-20
13
-
-
146,9
147,23
H-14; 2H-12
H-15
E
; H-15
Z
19
-
-
185,3
184,20
3H-18
CH
5
1,98 (1H, dd, 12,4 e 2,7)
49,5
49,81
3H-20; 3H-18
9
1,78 (1H, m)
56,4
56,71
2H-17; 2H-1; 3H-20
14
6,35 (1H, dd, 17,6 e 10,8)
6,38 (1H, dd, 17,6 e 10,8)
139,0
139,26
H-15
E
2H-16; 2H-12
CH
2
1
2,39 (2H, m)
37,8
38,14
3H-20
2
1,63 (2H, m)
18,4
18,64
3
1,67 (2H, m)
37,1
37,32
3H-18
6
1,39 (2H, m)
26,8
27,09
H-5
7
1,78 (2H, m)
37,8
38,08
2H-17
11
1,54 (1H, m) e 1,70 (1H, m)
22,1
22,37
H-12
12
2,05
30,1
30,37
H-14
15
5,03 (1H, d, 10,8) e 5,19 (1H, d, 17,6)
5,07 (1H, d, 10,8) e 5,23 (1H, d, 17,6)
113,2
113,43
16
4,96 (1H, sl) e 4,98 (1H, sl)
4,99 (1H, sl) e 5,02 (1H, sl)
115,6
115,81
H-14
17
4,56 (1H, sl) e 4,84 (1H, sl)
4,60 (1H, sl) e 4,88 (1H, sl)
107,0
107,21
CH
3
18
1,13 (3H, s)
1,13 (3H, s)
16,3
16,58
20
0,70 (3H, s)
0,73 (3H, s)
14,7
14,99
83
Figura 101 – Espectro de massa (i.e. 70 eV) de HC–3
Figura 102 – Espectro de absorção na região do IV de HC–3 (em brometo de potássio)
84
Figura 103 – Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC–3
Figura 104 – Expansão 1 do Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC–3
85
Figura 105 – Expansão 2 do Espectro de RMN
1
H (500 MHz; CDCl
3
) de HC–3
Figura 106 – Espectro de RMN
13
C – BB (125 MHz, CDCl
3
) de HC–3
86
Figura 107 – Espectro de RMN
13
C – DEPT 135° (125 MHz, CDCl
3
) de HC–3
Figura 108– Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HSQC de HC–3
87
Figura 109 – Expansão 1 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HSQC de HC–3
Figura 110 – Expansão 2 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HSQC de HC–3
88
Figura 111 – Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C – HMBC de HC–3
Figura 112 – Expansão 1 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC de HC–3
89
Figura 113 – Expansão 2 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC de HC–3
Figura 114 – Expansão 3 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC de HC–3
90
Figura 115 – Expansão 4 do Espectro bidimensional de correlação heteronuclear
1
H x
13
C –
HMBC de HC–3
Figura 116 – Espectro bidimensional de correlação homonuclear
1
H x
1
H – COSY de HC–3
Capítulo 5
PARTE EXPERIMENTAL
91
5 PARTE EXPERIMENTAL
5.1 Material vegetal
Os frutos maduros de Hymenaea courbaril L., conhecida popularmente como
jatobá, foram coletados no distrito de Arajara, município de Crato – Ceará, em 29 de julho de
2007, às sete horas da manhã por Helenicy Nogueira Holanda Veras, acadêmica de Farmácia
da Universidade Federal do Ceará. Os frutos verdes desta espécie foram coletados no
município de Sobral – Ceará, em 12 de julho de 2008.
A identificação botânica desta espécie foi realizada pelo Professor Edson P.
Nunes do Departamento de Biologia da Universidade Federal do Ceará. Sua exsicata encontra-
se depositada no Herbário Prisco Bezerra da Universidade Federal do Ceará, sob o número
41026.
5.2 Métodos analíticos
5.2.1 Métodos cromatográficos
Para as cromatografias de adsorção em coluna foram utilizadas gel de sílica 60
(0,063 a 0,200) da VETEC®. As dimensões das colunas (comprimento e diâmetro) variaram
de acordo com as quantidades de amostras a serem cromatografadas.
As análises cromatográficas em camada delgada foram efetuadas em gel de sílica
G60 da VETEC® sobre suporte de vidro e em gel de sílica 60 F
254
sobre poliéster T-6145 da
Merck®.
92
As revelações das substâncias nas cromatoplacas analíticas foram realizadas
através da exposição à irradiação ultravioleta (UV) em dois comprimentos de onda (254 e 365
nm), emitidos por lâmpada modelo VL-4.LC da Vilber Lourmat e/ou por imersão em solução
de vanilina (C
8
H
8
O
3
) 5g / 100 mL de ácido perclórico (HClO
4
) 0,75M / 100 mL de etanol,
seguido de aquecimento em soprador térmico HL-500, da Steinel à aproximadamente 150 ºC,
por alguns segundos.
Foram empregados solventes de qualidade PA (Synth) tais como hexano,
clorofórmio, diclorometano, acetato de etila e metanol, isocráticos ou em misturas, em ordem
crescente de gradiente de polaridade.
A remoção dos solventes de extratos e das frações resultantes das cromatografias
foi realizada em evaporador rotatório BÜCHI “Waterbath” Modelo B-480 e R-114, sob
pressão reduzida.
5.2.2 Métodos físicos de análise orgânica
As análises de espectroscopia na região do infravermelho foram realizadas nos
equipamentos do Departamento de Química Orgânica e Inorgânica da Universidade Federal
do Ceará.
Os dados de cromatografia gasosa acoplada a espectrômetro de massas, em
relação às substâncias isoladas, foram obtidos nos equipamentos do Departamento de
Química Orgânica e Inorgânica da Universidade Federal do Ceará. Enquanto que os referentes
aos óleos essenciais foram obtidos em experimentos de cromatografia gasosa acoplada a
espectrômetro de massas e a detector por ionização de chama, no Departamento de Química
da Universidade Federal de Sergipe.
Os espectros de ressonância magnética nuclear (RMN) das substâncias isoladas
foram obtidos em aparelhos pertencentes ao CENAUREMN (Centro Nordestino de Aplicação
e Uso da Ressonância Magnética Nuclear), do Departamento de Química Orgânica e
Inorgânica da Universidade Federal do Ceará.
93
5.2.2.1 Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (IV)
Estes espectros foram obtidos em espectrômetro Perkin Elmer, modelo FT-IR
Espectrum 1000, utilizando pastilhas de brometo de potássio para análise das amostras.
5.2.2.2 Espectroscopia de ressonância magnética nuclear (RMN)
Os espectros de ressonância magnética nuclear de hidrogênio (RMN
1
H) e
carbono-13 (RMN
13
C) uni e bidimensionais, foram obtidos em espectrômetro Bruker,
modelo DRX-500, operando na freqüência de 125 MHz e 500 MHz para carbono-13 e
hidrogênio, respectivamente.
Os solventes utilizados na dissolução das amostras foram clorofórmio e metanol
deuterados. Os deslocamentos químicos () foram expressos em partes por milhão (ppm).
As multiplicidades das absorções foram indicadas segundo a convenção: singleto
(s), dubleto (d), dubleto de dubleto (dd), dubleto de tripleto (dt), tripleto (t) e multipleto (m).
O padrão de hidrogenação dos carbonos foi determinado através da utilização da
técnica DEPT (Distortionless Enhancement by Polarization Transfer), com ângulo de nutação
de 135º (CH e CH
3
com amplitude em oposição aos CH
2
). Os carbonos não-hidrogenados
foram caracterizados pela subtração dos sinais espectrais observados no espectro BB (Broad
Band).
5.2.2.3 Cromatografia gasosa acoplada a espectrometria de massa
A análise qualitativa da composição química dos óleos essenciais obtidos foi
realizada em cromatógrafo gasoso acoplado a espectrômetro de massa (CG/EM Shimadzu,
modelo QP5050A), equipado com um autoinjetor AOC-20i (Shimadzu) e provido de uma
coluna capilar de sílica fundida J & W Scientific (5% fenil – 95% dimetilpolisiloxano) com
94
30 m de comprimento, 0,25 mm de diâmetro interno e filme 0,25 µm, tendo o hélio como gás
de arraste e com fluxo de 1,2 mL/min.
A temperatura foi programada mantendo 50 °C por 1,5 min, seguido de um
aumento de 4 °C/min até atingir 200 °C, depois a 10 °C até atingir 280 °C mantendo
constante esta temperatura por 5 min. A temperatura do injetor foi 250 °C e a temperatura do
detector (ou interface) foi 280 °C. Foi injetado um volume de 0,5 µL de acetato de etila, com
taxa de partição do volume injetado de 1:83 e pressão na coluna de 64.20 kPa.
Foi utilizado espectrômetro de massa com detector de captura iônica operando
por impacto eletrônico, com energia de impacto de 70 eV, velocidade de varredura 1.000,
intervalo de varredura de 0,50 fragmentos/s e fragmentos detectados na faixa de 40 a 500 Da.
Os espectros de massa das substâncias isoladas foram obtidos em cromatógrafo
gasoso Shimadzu, modelo CG/EM QP5050A, provido de uma coluna capilar da marca OHIO
VALLEY, OV-5, com 30 m de comprimento, 0,25 mm de diâmetro interno e filme 0,25 µm
acoplado a um espectrômetro de massa Shimadzu. As condições de operação da análise
cromatográfica das referidas substâncias foram as seguintes: programação de aquecimento do
forno cromatográfico 4,0°C/min de 40 até 180°C e 20°C/min de 180 até 280°C, durante 7,0
min, com o injetor a temperatura de 250°C e 280°C. O gás de arraste utilizado na coluna foi
hélio e os espectros de massa foram obtidos através da técnica de impacto eletrônico a 70 eV.
5.2.2.4 Cromatografia gasosa acoplada a detector de ionização por chama (DIC)
A análise quantitativa da composição química dos óleos essenciais obtidos foi
realizada em um cromatógrafo gasoso acoplado a detector de ionização por chama (DIC),
usando um equipamento Shimadzu GC-17A, sob as seguintes condições operacionais: coluna
capilar de sílica fundida ZB-5MS (5% dimetilpolisiloxano) com 30 m de comprimento, 0,25
mm de diâmetro interno e 0,25 μm de filme, usando as mesmas condições do CG/EM. A
quantificação dos constituintes foi realizada pela normatização da área (%). As concentrações
dos compostos foram calculadas pela área e colocados na ordem de eluição do CG.
95
5.2.2.5 Ponto de fusão
Os pontos de fusão, não corrigidos, foram obtidos em aparelho digital MQAPF-
302 da Microquímica equipamentos, em uma velocidade média de aquecimento 5 °C/mim.
5.2.2.6 Índice de Refração
Estas medidas foram determinadas em refratômetro WYA-15 ABBE QUIMIS.
5.2.2.7 Rotação óptica
Verificada em polarímetro Perkin Elmer 341.
5.3 Estudo dos constituintes voláteis de Hymenaea courbaril L.
O estudo da composição volátil de Hymenaea courbaril L. foi realizado com o
óleo essencial das cascas dos frutos verdes e maduros desta espécie.
Um sistema de hidrodestilação tipo Clevenger modificado por Gottlieb
(GOTTLIEB; MAGALHÃES, 1960) foram empregados na obtenção dos óleos essenciais.
5.3.1 Obtenção do óleo essencial das cascas dos frutos maduros de Hymenaea courbaril.
As cascas secas e trituradas dos frutos maduros de H. courbaril (636 g) foram
adicionadas em um balão de 5 L de capacidade. Em seguida, foram adicionados 2500 mL de
água destilada. Após duas horas sob refluxo, separou-se a mistura óleo/água no doseador. A
fase orgânica foi tratada com sulfato de sódio anidro e filtrada, resultando em 266,8 mg de
um óleo de coloração verde clara; obtendo-se, portanto, um rendimento de 0,042%.
(Fluxograma 01, p. 96). A Tabela 03, p. 18 mostra o resultado da identificação e
quantificação relativa dos componentes químicos deste óleo.
5.3.2 Obtenção do óleo essencial das cascas dos frutos verdes de Hymenaea courbaril.
As cascas trituradas dos frutos verdes de H. courbaril (940 g) foram adicionadas
em um balão de 5 L de capacidade. Em seguida, foram adicionados 2500 mL de água
destilada. Após duas horas sob refluxo, separou-se a mistura óleo/água no doseador. A fase
orgânica foi tratada com sulfato de sódio anidro e filtrada, resultando em 668,6 mg de um
óleo de coloração amarela clara; obtendo-se, portanto, um rendimento de 0,071%.
96
Cascas do fruto
Extração em doseador tipo Clevenger
HIDROLATO
ÓLEO / ÁGUA
desprezado
Separação
ÓLEO
Solução Aquosa
1.sulfato de sódio anidro
2.filtração
ÓLEO ESSENCIAL
Identificação
Análises por CG/EM e CG/DIC
(Fluxograma 01, p. 96). A Tabela 04, p. 26 mostra o resultado da identificação e
quantificação relativa dos componentes químicos deste óleo.
Fluxograma 01 – Método de extração do óleo essencial de H. courbaril
97
5.4 Estudo dos constituintes fixos de Hymenaea courbaril L.
5.4.1 Obtenção dos extratos em hexano, em acetato de etila e em metanol das cascas dos
frutos de Hymenaea courbaril L.
As cascas dos frutos, após secagem e trituração, (1000 g) foram submetidas à
extração, à temperatura ambiente, com hexano, seguida com acetato de etila e com metanol e,
após sucessivas extrações com os já citados solventes, os extratos obtidos foram concentrados
por destilação sob pressão reduzida, resultando na obtenção de 54,23 g de extrato em hexano
de H. courbaril (EHHC), 60,00 g do extrato em acetato de etila de H. courbaril (EAHC) e
47,00 g de extrato em metanol de H. courbaril (EMHC).
Os referidos extratos foram submetidos a testes de atividade alelopática sobre
Lactuca sativa L., antioxidante sobre DPPH e larvicida sobre Aedes aegypti.
5.4.2 Fracionamento cromatográfico de EHHC
O extrato EHHC (53,23 g) foi submetido a uma coluna filtrante, utilizando 180 g
de gel de sílica, em uma coluna (L = 39 cm e 4,5 cm,). Foram utilizados hexano,
clorofórmio, acetato de etila e metanol, puros ou em misturas binárias, como eluentes. As
frações obtidas tiveram seus solventes evaporados sob pressão reduzida, resultando nas
frações mostradas na Tabela 14.
98
Tabela 14 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 7
hexano
8 a 15
hexano : clorofórmio (50:50)
16 a 28
clorofórmio
29 a 36
clorofórmio : acetato de etila (50:50)
37 a 44
acetato de etila
45 a 52
acetato de etila : metanol (50:50)
53 a 91
metanol
Após análise por cromatografia em camada delgada (CCD), as frações que
apresentaram semelhantes perfis cromatográficos foram reunidas, de acordo com a Tabela 15.
Observou-se que as frações 44 a 91 não foram solúveis em solventes orgânicos,
tais como: hexano, diclorometano, acetona, metanol, e, portanto, foram guardadas,
isoladamente, em local fresco e ao abrigo da luz.
Tabela 15 - Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EHHC
FRAÇÃO
MASSA (g)
FRAÇÃO
MASSA (g)
1
0,4
17 a 18
3,6
2
1,4
19 a 21
3,4
3
0,4
22 a 24
1,8
4 a 7
0,2
25
0,7
8
0,0039
26 a 28
2,5
9
0,0208
29
0,4
10 a 12
3,8
30
2,9
13
1,1
31 a 39
1
14
1,2
40 a 41
0,0646
15 a 16
1,5
42 a 43
0,1
99
5.4.2.1 Tratamento cromatográfico de EHHC(26-28) e isolamento de HC-1
A fração obtida EHHC(26-28) (2,5 g) descrita no item 5.4.2 (Tabela 15), de
aspecto sólido esbranquiçado foi, inicialmente, lavada com hexano, à temperatura ambiente e
o material resultante desta lavagem (608,5 mg) foi, posteriormente, submetido a uma coluna
cromatográfica de gel de sílica (L = 59 cm e = 1,5 cm) eluída com clorofórmio, acetato de
etila e metanol, em ordem crescente de polaridade de acordo com os dados descritos na
Tabela 16.
Tabela 16 - Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC(26-28)
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 34
clorofórmio : acetato de etila (98:2)
35 a 52
clorofórmio : acetato de etila (97:3)
53 a 80
clorofórmio : acetato de etila (95:5)
81 a 97
clorofórmio : acetato de etila (90:10)
98 a 113
clorofórmio : acetato de etila (85:15)
114 a 129
clorofórmio : acetato de etila (80:20)
130 a 137
clorofórmio : acetato de etila (70:30)
138 a 141
clofórmio : acetato de etila (50:50)
142 a 145
acetato de etila
146
metanol
Após análise por cromatografia em camada delgada (CCD) foi possível verificar
o perfil cromatográfico das frações obtidas e reuni-las, conforme mostrado na Tabela 17. As
frações 1, 2 e 3 foram descartadas por ausência de material, assim como, as frações 71 a 146.
A fração 38-56 que continha 121,6 mg de um sólido cristalino incolor, solúvel em
clorofórmio, apresentou faixa de fusão entre 158,8 °C e 160,3 °C, sendo denominada HC-1.
100
Tabela 17 – Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EHHC(26-28)
FRAÇÃO
MASSA (g)
4 a 30
0,0087
31 a 37
0,0140
38 a 56
0,1216
57 a 70
0,0064
5.4.2.2 Tratamento cromatográfico de EHHC(31-39)
Visando dar continuidade ao tratamento cromatográfico das frações obtidas na
coluna filtrante descrita no item 5.4.2, realizou-se o tratamento cromatográfico de EHHC(31-
39) (Tabela 15). O material (999,2 mg) foi misturado a uma pequena quantidade de gel de
sílica e pulverizado em gral de porcelana e então, submetido a uma coluna cromatográfica (L
= 23 cm e = 2,3 cm) em gel de sílica. As frações obtidas, assim como os solventes
utilizados no fracionamento cromatográfico encontram-se mostrados na Tabela 18.
Tabela 18 - Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC(31-39).
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 103
clorofórmio
: acetato de etila : metanol (98:1,5:0,5)
104 a 322
clorofórmio
: acetato de etila : metanol (95:4,5:0,5)
323 a 355
clorofórmio
: acetato de etila : metanol (90:9,5:0,5)
356 a 370
clorofórmio
: acetato de etila : metanol (80:19,5:0,5)
371 a 386
clorofórmio
: acetato de etila : metanol (75:24,5:0,5)
387 a 405
clorofórmio
: acetato de etila : metanol (70:29,5:0,5)
406 a 419
clorofórmio
: acetato de etila : metanol (50:49,5:0,5)
420 a 430
acetato de etila : metanol (99,5:0,5)
431 a 441
acetato de etila
442 a 450
metanol
Após análise por cromatografia em camada delgada (CCD) foi possível verificar
o perfil cromatográfico das frações obtidas e desta forma, reunir as semelhantes. As frações
101
reunidas encontram-se apresentadas na Tabela 19. As frações 1 a 62 foram descartadas por
ausência de material e as frações 432 a 450 apresentaram-se insolúveis em solventes orgânicos
testados, tais como: hexano, diclorometano, acetona e metanol.
Tabela 19 - Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EHHC(31-39)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
63 a 70
2,1
192 a 242
45,4
71 a 98
9,9
243 a 329
35,7
99 a 110
7,8
330 a 344
9,5
111 a 124
8
345 a 364
11,1
125 a 158
22,2
365 a 389
35
159 a 175
15
390 a 431
552,1
176 a 191
19,6
-
-
5.4.2.3 Tratamento cromatográfico de EHHC(31-39)(243-329)
A fração EHHC (31-39) (243-329) (35,7 mg) descrita no ítem 5.4.2.2 (Tabela
19), foi submetida a uma coluna cromatográfica de gel de sílica (L = 17 cm e = 1,5 cm)
eluída com hexano e acetato de etila, em ordem crescente de polaridade de acordo com os
dados descritos na Tabela 20.
102
Tabela 20 - Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC(31-39) (243-329)
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 11
clorofórmio : acetato de etila (95:5)
12 a 20
clorofórmio : acetato de etila (90:10)
21 a 47
clorofórmio : acetato de etila (85:15)
48 a 74
clorofórmio : acetato de etila (80:20)
75 a 86
clorofórmio : acetato de etila (75:25)
87 a 95
clorofórmio : acetato de etila (65:35)
96 a 103
clorofórmio : acetato de etila (50:50)
104 a 113
acetato de etila
A posterior análise por cromatografia em camada delgada (CCD) permitiu
verificar o perfil cromatográfico das frações obtidas e reuní-las, conforme descrito na Tabela
21.
Tabela 21 - Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EHHC(31-39) (243-329)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
1 a 15
2,2
16 a 56
10,4
57 a 113
6,3
5.4.2.4 Tratamento cromatográfico de EHHC(31-39)(243-329)(16-56) e isolamento de
HC-2
A fração EHHC(31-39)(243-239)(16-56) (10,4 mg), descrita no item 5.4.2.3
(Tabela 21), foi submetida à cromatografia em coluna (L = 16 cm e = 1 cm), utilizando gel
de sílica como adsorvente; clorofórmio e acetato de etila, em ordem crescente de polaridade
como eluentes. Este tratamento cromatográfico levou à obtenção de 78 frações conforme
descrito na Tabela 22. Destas, as frações 1 a 18 foram descartadas por ausência de material,
enquanto as frações 42 a 78 apresentaram-se insolúveis nos solventes orgânicos: hexano,
diclorometano, acetato de etila, acetona e metanol.
103
Tabela 22 - Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EHHC(31-39)(243-239)
(16-56)
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 15
clorofórmio : acetato de etila (90:10)
16 a 25
clorofórmio : acetato de etila (85:15)
26 a 46
clorofórmio : acetato de etila (80:20)
47 a 64
clorofórmio : acetato de etila (75:25)
65 a 74
clorofórmio : acetato de etila (70:30)
75 a 78
acetato de etila
Após análise por cromatografia em camada delgada (CCD), foi possível reunir as
frações 19 a 41 obtidas que apresentaram 6,7 mg de um sólido esverdeado de aspecto
cristalino, solúvel em clorofórmio, com faixa de fusão entre 47,9 °C e 49,2° C, sendo
denominada HC-2.
5.4.3 Fracionamento cromatográfico de EAHC
O extrato EAHC (60 g) foi submetido a uma coluna filtrante (L = 12 cm e 10
cm,). Foram utilizados hexano, acetato de etila e metanol, puros ou em misturas binárias, como
eluentes. As frações obtidas tiveram seus solventes evaporados sob pressão reduzida,
resultando nas frações mostradas na Tabela 23.
Tabela 23 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 9
Hexano
10 a 17
hexano : acetato de etila (50:50)
18 a 26
acetato de etila
27
acetato de etila : metanol (50:50)
28
metanol
104
A posterior análise por cromatografia em camada delgada (CCD) permitiu
verificar o perfil cromatográfico das frações e as semelhantes foram reunidas, conforme
descrito na Tabela 24. A fração 27 apresentou-se insolúvel nos solventes orgânicos: hexano,
diclorometano, acetona, acetato de etila e metanol.
Tabela 24 - Frações resultantes do tratamento cromatográfico de EAHC
FRAÇÃO
MASSA (g)
1 a 10
0,0551
11 a 18
6,1
19 a 26
11,1
28
22,7
5.4.3.1 Tratamento cromatográfico de EAHC(19-26)
A fração EAHC(19-26) (10 g), descrita no item 5.4.3 (Tabela 24) foi submetida a
uma coluna cromatográfica de gel de sílica (L = 20 cm e = 4 cm) eluída com hexano,
acetato de etila e metanol, em ordem crescente de polaridade de acordo com os dados
descritos na Tabela 25.
Tabela 25 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC(19-26)
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 5
hexano : acetato de etila (95:5)
6 a 9
hexano : acetato de etila (90:10)
10 a 14
hexano : acetato de etila (80:20)
15 a 17
hexano : acetato de etila (70:30)
18 a 21
hexano : acetato de etila (60:40)
22 a 24
hexano : acetato de etila (50:50)
25 a 27
hexano : acetato de etila (40:60)
28 a 30
hexano : acetato de etila (30:70)
31 a 33
hexano : acetato de etila (20:80)
34 a 36
hexano : acetato de etila (10:90)
37
acetato de etila
38
metanol
105
Após análise por cromatografia em camada delgada (CCD) foi possível verificar
o perfil cromatográfico das frações obtidas e reuní-las, na forma como descreve a Tabela 26.
Tabela 26 - Dados referentes às frações obtidas de EAHC(19-26)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
1 a 3
20,1
15 a 17
373,2
4 a 6
22,8
18
149,9
7
5
19 a 20
450,8
8
6,1
21 a 23
754,8
9
4,8
24 a 28
1397,4
10
12,1
29 a 36
824,7
11
59,9
37
100,7
12
74,5
38
614,9
13 a 14
81
-
-
5.4.3.2 Tratamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)
A fração EAHC(19-26)(11) (59,9 mg), descrita no item 4.4.3.1 (Tabela 26) foi
cromatografada em de gel de sílica coluna (L = 7,5 cm e = 1,5 cm) eluída com
clorofórmio, acetato de etila e metanol em ordem crescente de polaridade como mostrado na
Tabela 27.
106
Tabela 27 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 24
clorofórmio : acetato de etila (98:2)
25 a 47
clorofórmio: acetato de etila (97:3)
48 a 89
clorofórmio: acetato de etila (95:5)
90 a 111
clorofórmio: acetato de etila (90:10)
112 a 135
clorofórmio: acetato de etila (85:15)
136 a 156
clorofórmio: acetato de etila (80:20)
157 a 179
clorofórmio : acetato de etila (70:30)
180 a 197
clorofórmio : acetato de etila (50:50)
198 a 208
acetato de etila
209
metanol
Após análise por cromatografia em camada delgada (CCD) foi possível verificar
o perfil cromatográfico das frações obtidas e reuní-las, na forma como descreve a Tabela 28.
As frações 1 e 2 foram descartadas por ausência de material.
Tabela 28 - Dados referentes às frações obtidas de EAHC(19-26)(11)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
3 a 7
33
8 a 34
21
35 a 194
7,5
195 a 208
3
209
52,8
5.4.3.3 Tratamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)(3-7) e isolamento de HC-3
A fração EAHC(19-26)(11)(3-7) (33 mg), descrita no item 5.4.3.2 (Tabela 28)
foi misturada a uma pequena quantidade de gel de sílica e pulverizado em gral de porcelana e
então, submetida a uma coluna cromatográfica (L = 15 cm e = 1,5 cm) em gel de sílica.
107
Neste tratamento, foram coletadas 102 frações de aproximadamente 10 mL,
utilizando os eluentes descritos na Tabela 29.
Tabela 29 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)(3-7)
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 18
diclorometano : hexano (90:10)
19 a 36
diclorometano : hexano (95:5)
37 a 47
diclorometano
48 a 58
diclorometano : acetato de etila (99:1)
59 a 69
diclorometano : acetato de etila (98:2)
70 a 80
diclorometano : acetato de etila (95:5)
81 a 90
acetato de etila
91 a 102
metanol
Após análise por cromatografia em camada delgada (CCD) foi possível verificar
o perfil cromatográfico das frações obtidas e reuní-las, na forma como descreve a Tabela 30.
Tabela 30 - Dados referentes às frações obtidas de EAHC(19-26)(11)(3-7)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
1 a 8
1,5
19 a 46
13,5
9 a 10
0,9
47 a 90
5,2
11
3,1
91 a 102
1,6
12 a 18
5,8
-
-
A fração 19-46 (13,5 mg) mostrou-se pura quando analisada por cromatografia
em camada delgada, como um sólido cristalino incolor, solúvel em clorofórmio e com faixa de
fusão entre 195 e 197 °C, sendo denominada HC-3.
5.4.3.4 Tratamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)(8-34) e isolamento de HC-3
Visando a continuidade do fracionamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)
item 5.4.3.2 (Tabela 28) realizou-se o tratamento da fração EAHC(19-26)(11)(8-34). A
108
referida fração (20,6 mg) foi submetida à cromatografia em coluna de gel de sílica (L = 10 cm
e = 1 cm), utilizando os eluentes descritos na Tabela 31.
Tabela 31 – Dados referentes ao fracionamento cromatográfico de EAHC(19-26)(11)(8-34)
FRAÇÕES
ELUENTE
1 a 19
diclorometano : hexano (90:10)
20 a 38
diclorometano : hexano (95:5)
39 a 47
diclorometano
48 a 58
diclorometano : acetato de etila (99:1)
59 a 66
diclorometano : acetato de etila (97:3)
67 a 75
diclorometano : acetato de etila (95:5)
76 a 85
acetato de etila
86
metanol
A comparação das frações obtidas por cromatografia em camada delgada (CCD),
permitiu a reunião das semelhantes, conforme descrito na Tabela 32.
Tabela 32 - Dados referentes às frações obtidas de EAHC(19-26)(11)(8-34)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
FRAÇÃO
MASSA (mg)
1 a 2
2,6
34 a 74
3,3
3 a 4
3
75 a 76
1,3
5 a 10
7
77 a 85
3
11 a 16
3,3
86
1,2
17 a 33
2,1
-
-
A fração 5-10 (7 mg), após análise por cromatografia em camada delgada,
mostrou-se semelhante à fração 19-46, descrita no item 5.4.3.3, sendo, também denominada
HC-3.
Os Fluxogramas 02 e 03 mostram os tratamentos cromatográficos relativos ao
EHHC e EAHC, respectivamente.
109
Fluxograma 02 – Tratamentos cromatográficos relativos ao EHHC
EHHC
(53,23 g)
EHHC (26-28)
(608,5 mg)
HC - 1
(121,6 mg)
EHHC (31-39)
(999,2 mg)
EHHC (31-39) (243-329)
(35,7 mg)
EHHC (31-39) (243-329) (16-56)
(10,4 mg)
HC - 2
(6,7 mg)
110
Fluxograma 03 – Tratamentos cromatográficos relativos ao EAHC
EAHC
(60 g)
EAHC (19-26)
(10 g)
EAHC (19-26) (11)
(59,9 mg)
EAHC (19-26) (11) (3-7)
(33 mg)
HC-3
(13,5 mg)
EAHC (19-26) (11) (8-34)
(20,6 mg)
HC-3
(7 mg)
Capítulo 6
ENSAIOS DE ATIVIDADE BIOLÓGICA
111
6 ENSAIOS DE ATIVIDADE BIOLÓGICA
6.1 Atividade larvicida sobre Aedes aegypti L.
Os testes de atividade larvicida foram realizados em parceria com o Laboratório
de Entomologia do Núcleo de Endemias da Secretaria de Saúde do Estado do Ceará –
NUEND/SESA-CE, em convênio com a Universidade Federal do Ceará, sob orientação da
Professora Doutora Gilvandete Maria Pinheiro Santiago.
Alíquotas de 1 mg, 2 mg, 5 mg e 10 mg, em triplicata, dos extratos em hexano
(EHHC), em acetato de etila (EAHC), em metanol (EMHC), do óleo essencial das cascas dos
frutos maduros (OEHC) e do óleo essencial das cascas dos frutos verdes (OEHCV) de
Hymenaea courbaril foram, inicialmente, dissolvidas em 0,3 mL de dimetilsulfóxido e
transferidas para um béquer de 50 mL. Posteriormente, foram adicionadas 50 larvas de
terceiro estágio (GADELHA; TODA, 1985) juntamente com 19,7 mL de água. Paralelamente,
foram feitos testes em branco, utlizando-se água e DMSO a 1,5 %. Após 24 horas, foi
realizada a contagem das larvas exterminadas e calculada a CL
50
(OLIVEIRA et al., 2002).
Os resultados destes bioensaios mostraram que os extratos em hexano (EHHC),
em acetato de etila (EAHC) e em metanol (EMHC) não apresentaram nenhuma atividade e
que o óleo essencial das cascas dos frutos maduros de Hymenaea courbaril (OEHC) e o óleo
essencial das cascas dos frutos verdes (OEHCV) apresentaram resultados satisfatórios, com
valores de CL
50
igual a 14,85 ± 0,44 ppm e 28,44 ± 0,27 ppm, respectivamente. Estes
resultados obtidos com os óleos essenciais podem ser considerados bons, uma vez que, de
acordo com a literatura, amostras apresentando valores de CL
50
menores que 100 ppm podem
ser consideradas ativas e constituem bons agentes larvicidas (CHENG et al., 2003). Estes
bioensaios tiveram Temephos®, um inseticida organofosforado, como controle positivo que
apresentou valor de CL
50
igual a 1,4 ± 0,20 ppm.
112
6.2 Atividade antioxidante sobre DPPH
Os testes de atividade antioxidante foram realizados com amostras do extrato em
hexano (EHHC), em acetato de etila (EAHC) e em metanol (EMHC) das cascas dos frutos de
Hymenaea courbaril.
A metodologia utilizada, neste teste, foi baseada na captura de radicais livres,
descrita por HEGAZI e HADY (2002), na qual o radical utilizado foi DPPH (1,1-difenil-2-
picril-hidrazil) na concentração de 60 mM (HEGAZI; HADY, 2002).
Em uma cubeta de 3 mL, ocorreu adição de 1000 μL de DPPH e 1000 μL de
etanol P.A., sendo, em seguida, realizada uma leitura da absorbância em espectrofotometria a
520 nm, para obtenção de um teste em branco.
Foram preparadas quatro concentrações de cada amostra (1,0; 0,5; 0,25 e 0,125
μg / μL). A 1000 μL de cada uma destas foram adicionados 1000 μL do DPPH, na cubeta, e
levadas para leitura em espectrofotometria.
O declínio da concentração de DPPH é indicado com a diminuição na
absorbância em 520 nm, por um período de 30 minutos. Após a leitura, em espectrofotômetro,
a inibição de DPPH radical livre em porcentagem foi calculada. Este teste teve trolox (ácido
3,4-diidro-6-hidróxi-2,5,7,8-tetrametil-2H-1-Benzopiran-2-carboxílico) e o BHT (2,6-diterc-
butil-4-metilfenol), como controles positivos.
Os resultados, mostrados na Tabela 33 (p. 112), foram interpretados com base na
concentração inibitória (CI
50
), em mg/mL. Quanto menor for CI
50,
maior será a atividade
antioxidante da referida amostra.
Tabela 33 – Resultado dos testes de atividade antioxidante sobre DPPH
AMOSTRA
CI
50
em mg/mL
EHHC
>1,00
EAHC
0,81
EMHC
0,04
Trolox
0,001
BHT
0,007
113
Ao analisar a Tabela 33, verifica-se que o extrato em metanol (EMHC)
apresentou melhor atividade antioxidante, em relação aos demais extratos (EHHC e EAHC),
com o menor valor de CI
50
, 0,04 mg/mL, o qual, também, foi o mais próximo da CI
50
dos
controles positivos trolox e BHT.
6.3 Atividade alelopática sobre Lactuca sativa L.
Nestes ensaios, foram utilizadas amostras, (1 mg, 2 mg, 4 mg e 8 mg) dos
extratos em acetato de etila e em metanol das cascas dos frutos de Hymenaea courbaril. Estas
alíquotas foram dissolvidas, separadamente, em 10 mL de etanol P.A., resultando em
concentrações finais de 0,1 mg/mL; 0,2 mg/mL; 0,4 mg/mL e 0,8 mg/mL, respectivamente.
Em seguida, ocorreu a distribuição dessas soluções em placas de Petri contendo uma folha de
papel filtro. O sistema ficou exposto para evaporação do solvente, em temperatura ambiente,
por 24 horas.
Foram adicionados, em cada placa, 3 mL de água destilada, seguida pela adição
de 25 sementes de alface (L. sativa) distribuídas por toda a placa.
O desenvolvimento das sementes é analisado, durante cinco dias, sempre no
mesmo horário. Tal análise é baseada na contagem de sementes germinadas, nas medidas das
radículas e dos hipocótilos, sendo, o paquímetro, o instrumento de medida. Paralelamente, foi
realizado um teste em branco, que utiliza apenas 10 mL de etanol.
Com as medidas obtidas, foram calculadas as médias, as quais são comparadas
com o teste em branco e assim observou-se a atividade alelopática dos extratos em análise.
A atividade alelopática do extrato obtido com acetato de etila foi verificada com
inibição dos hipocótilos em 44,68 %, na concentração 0,4 mg/mL, e com inibição do
crescimento radicular em 31,47 %, na concentração 0,8 mg/mL. O extrato obtido com
metanol não apresentou a referida atividade.
Capítulo 7
CONSIDERAÇÕES FINAIS
114
7 CONSIDERAÇÕES FINAIS
A comparação entre a composição química do óleo essencial dos frutos maduros e
verdes de H. courbaril revelou a presença de somente sesquiterpenos em ambos os óleos,
sendo o -copaeno e o espatulenol, os dois constituintes majoritários do óleo extraído dos
frutos maduros, enquanto, o germacreno-D e o -cariofileno, foram os dois constiuintes
majoritários do óleo obtido a partir de frutos verdes.
Os diterpenos ácido zanzibárico e ácido isoózico, assim como o sesquiterpeno
caryolano-1,9-diol, isolados das cascas dos frutos de H. courbaril, confirmaram a
composição, em terpenos, encontrada no levantamento bibliográfico sobre a espécie estudada,
sendo, a última substância, inédita no gênero Hymenaea.
A atividade larvicida sobre Aedes aegypti foi verificada para o óleo essencial das
cascas dos frutos maduros de Hymenaea courbaril (OEHC) e o óleo essencial das cascas dos
frutos verdes (OEHCV), apresentando resultados satisfatórios, com valores de CL
50
igual a
14,85 ± 0,44 ppm e 28,44 ± 0,27 ppm, respectivamente, os quais foram considerados bons,
uma vez que, de acordo com a literatura, amostras apresentando valores de CL
50
menores que
100 ppm podem ser consideradas ativas e constituem bons agentes larvicidas.
Em relação à atividade antioxidante, concluiu-se que o extrato em metanol
apresentou melhor atividade, comparado com os demais extratos (EHHC e EAHC), com valor
de CI
50
igual a 0,04 mg/mL, o qual, também, foi o mais próximo da CI
50
dos controles
positivos Trolox e BHT.
Por fim, quanto à atividade alelopática sobre Lactuca sativa L., o extrato obtido
com acetato de etila resultou na inibição do crescimento de hipocótilos em 44,68% e de
radículas em 31,47%, o que revelou a presença de bons agentes aleloquímicos na espécie.
Capítulo 8
CONSTANTES FÍSICAS E DADOS
ESPECTROSCÓPICOS
115
8 CONSTANTES FÍSICAS E DADOS ESPECTROSCÓPICOS
HC – 1: ácido zanzibárico
Fórmula molecular: C
22
H
32
O
4
Massa molar: 360 g/mol
Aspecto físico: sólido cristalino incolor
Solubilidade: solúvel em clorofórmio
Faixa de fusão: entre 158,8 °C e 160,3 °C
Espectroscopia de absorção na região do IV (KBr, cm
-1
) – 3414, 2938, 2852, 1735, 1716,
1684, 1638, 1463, 1443, 1239, 1155, 1124.
Espectroscopia de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
) –
H
(multiplicidade; constante de
acoplamento) – 2,42 (1H; d; J = 11,6 Hz), 4,86 (1H; dt; J = 11,2 e 4,8 Hz), 1,91 (1H), 5,40
(1H; t; J = 6,2 Hz), 6,33 (1H; dd; J = 17,4 e 10,8 Hz), 1,25-1,30 (2H; m), 1,57-1,63 (2H; m),
1,57-1,63 (1H; m), 1,81-1,86 (1H; m), 2,04 (1H; t; J = 11,4 Hz), 2,74 (1H; dd; J = 12,1 e 4,8
Hz), 2,14-2,17 (1H; m), 2,38-2,39 (1H; m), 4,91 (1H; d; J = 15,4 Hz), 5,07 (1H; d; J = 17,4
Hz), 4,64 (1H; s), 4,98 (1H; s), 1,76 (3H; s), 1,14 (3H; s), 0,86 (3H; s), 1,95 (3H; s).
Espectroscopia de RMN
13
C (125 MHz, CDCl
3
) –
C
(padrão de hidrogenação,
correlação estrutural) – 38,32 (CH
2
, C1), 18,27 (CH
2
, C2), 38,00 (CH
2
, C3), 44,72 (C, C4),
52,54 (CH, C5), 71,59 (CH, C6), 43,42 (CH
2
, C7), 143,62 (C, C8), 56,39 (CH, C9), 38,57
(C,C10), 23,18 (CH
2
, C11), 133,06 (CH, C12), 134,08 (C,C13), 141,55 (CH, C14), 110,54
(CH
2
, C15), 12,10 (CH
3
, C16), 111,96 (CH
2
, C17), 16,44 (CH
3
, C18), 186,35 (C,C19), 15,70
(CH
3
, C20), 170,50 (C,C21), 21,09 (CH
3
, C22).
HOOC
CH
3
CH
3
O
H
C
O
CH
3
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
H
116
HC – 2: caryolano-1,9-diol
Fórmula molecular: C
15
H
26
O
2
Massa molar: 238 g/mol
Aspecto físico: sólido esverdeado de aspecto cristalino
Solubilidade: solúvel em clorofórmio
Faixa de fusão: entre 47,9 °C e 49,2° C
Espectroscopia de absorção na região do IV (KBr, cm
-1
) – 3403, 2931, 2860, 1460, 1400,
1065.
Espectroscopia de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
) –
H
(multiplicidade) – 1,83 (1H; m), 3,35
(1H; m), 2,15 (1H; m), 1,50 (1H; m), 1,35 (1H; m), 1,36 (1H; m), 1,10 (1H; m), 1,98 (1H; m),
1,71 (1H, m), 1,55 (1H; dt), 1,48 (1H; m), 1,52 (1H; m), 1,50 (1H; m), 1,37 (2H; m), 0,94
(3H; s), 0,96 (3H; s), 0,85 (3H; s).
Espectroscopia de RMN
13
C (125 MHz, CDCl
3
) –
C
(padrão de hidrogenação,
correlação estrutural) – 70,88 (C, C1), 38,11 (CH, C2), 34,18 (CH
2
, C3), 35,11 (C, C4),
44,03 (CH, C5), 20,49 (CH
2
, C6), 35,58 (CH
2
, C7), 39,42 (C, C8), 72,35 (CH, C9), 28,14
(CH
2
, C10), 33,14 (CH
2
, C11), 42,30 (CH
2
, C12), 20,88 (CH
3
, C13), 30,24 (CH
3
, C14), 26,79
(CH
3
, C15).
15
14
13
12
11
10
9
8
7
6
5
4
3
2
1
CH
3
H
3
C
H
3
C
OH
OH
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
H
117
HC – 3: ácido isoózico
Fórmula molecular: C
20
H
30
O
2
Massa molar: 302 g/mol
Aspecto físico: sólido cristalino incolor
Solubilidade: solúvel em clorofórmio
Faixa de fusão: entre 195 e 197 °C
Espectroscopia de absorção na região do IV (KBr, cm
-1
) – 3020, 2931, 2855, 1693, 1642,
1445, 1216.
Espectroscopia de RMN
1
H (500 MHz, CDCl
3
) –
H
(multiplicidade, constante de
acoplamento) – 1,98 (1H; dd; J = 12,4 e 2,7 Hz), 1,78 (1H; m), 6,38 (1H; dd; J = 17,6 e 10,8
Hz), 2,39 (2H; m), 1,63 (2H; m), 1,67 (2H; m), 1,39 (2H; m), 1,78 (2H; m), 1,54 (1H; m),
1,70 (1H; m), 2,05 (2H; m), 5,07 (1H; d; J = 10,8 Hz), 5,23 (1H; d; J = 17,6 Hz), 4,99 (1H;
sl), 5,02 (1H; sl), 4,60 (1H; sl), 4,88 (1H; sl), 1,13 (3H; s), 0,73 (3H; s).
Espectroscopia de RMN
13
C (125 MHz, CDCl
3
) –
C
(padrão de hidrogenação,
correlação estrutural) – 38,14 (CH
2
, C1), 18,64 (CH
2
, C2), 37,32 (CH
2
, C3), 47,71 (C, C4),
49,81 (CH, C5), 27,09 (CH
2
, C6), 38,08 (CH
2
, C7), 148,10 (C, C8), 56,71 (CH, C9), 39,09
(C, C10), 22,37 (CH
2
, C11), 30,37 (CH
2
, C12), 147,23 (C, C13), 139,26 (CH, C14), 113,43
(CH
2
, C15), 115,81 (CH
2
, C16), 107, 21 (CH
2
, C17), 16,58 (CH
3
, C18), 184,20 (C, C19),
14,99 (CH
3
, C20).
COOH
H
2
1
3
4
5
10
6
7
8
9
17
16
15
11
12
14
13
20
19
18
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