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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JULIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
Alterações microbiológicas e químicas na silagem de cana-de-
açúcar (
Saccharum officinarum L.) in natura e queimada,
inoculadas ou não, com
Lactobacillus buchneri.
Juliano Vittori
Zootecnista
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
Junho de 2009
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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JULIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
Alterações microbiológicas e químicas na silagem de cana-de-
açúcar (
Saccharum officinarum L.) in natura e queimada,
inoculadas ou não, com
Lactobacillus buchneri.
Juliano Vittori
Orientador: Prof. Dr. Ruben Pablo Schocken-Iturrino
Dissertação apresentada à Faculdade de Ciências
Agrárias e Veterinárias – Unesp, Campus de
Jaboticabal, como parte das exigências para obtenção
do título de Mestre em Microbiologia Agropecuária.
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
Junho de 2009
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DADOS CURRICULARES DO AUTOR
JULIANO VITTORI – Nascido em 26 de fevereiro de 1982, em Ribeirão Preto - SP, filho
de Clovis Luiz Vittori e Maria de Lourdes Ferreira Vittori. Ingressou no curso de
Zootecnia pela Universidade Estadual Paulista – UNESP, Campus de Jaboticabal - SP
em março de 2002, onde foi bolsista de IC-CNPq no período de 2004 a 2006, obtendo o
título de Zootecnista em julho de 2006. Iniciou em março de 2007 o curso de Pós-
graduação em Microbiologia Agropecuária pela mesma instituição, sob orientação do
Prof. Dr. Ruben Pablo Schocken-Iturrino. No período de maio a novembro de 2008
realizou estágio de mestrando junto a University of Illinois-Champaign/Urbana – EUA,
como bolsista da CAPES, sendo submetido à defesa de dissertação em junho de 2009.
iv
Aos meus pais
Clóvis e Lourdes, pelos exemplos de coragem e determinação na busca dos ideais e
pela dedicação e amor durante toda uma vida
DEDICO
Aos meus irmãos
Luciano e Fabiano
pelo apoio, incentivo, amizade e amor que sempre demonstraram.
OFEREÇO
v
Agradecimento especial
Ao Professor Pablo, pela nossa grande amizade e pelos ensinamentos que o
mesmo tem proporcionado desde a época de estagiário. Pessoa única e fundamental
no meu crescimento acadêmico e pessoal. Foram anos de vivência e aprendizado, que
levaram-me a respeitá-lo e admira-lo como pessoa e profissional.
A você Professor Pablo fica minha eterna gratidão e o meu sincero MUITO
OBRIGADO!
vi
AGRADECIMENTOS
Ao Prof. Dr. Rubén Pablo Schocken-Iturrino pela grande amizade, ajuda,
orientação e dedicação durante todos esses anos.
A Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, UNESP – Jaboticabal, pela
oportunidade e pela minha formação profissional.
A todos os professores de pós-graduação da Faculdade de Ciências Agrárias e
Veterinária, pela contribuição na minha formação.
Ao professor Dan Faulkner da Universidade de Illinois – EUA, pelo apoio e
ensinamentos proporcionados durante o período de estágio.
Ao professor Ricardo Reis, pela orientação na área de forragicultura e pelos
ensinamentos que me proporcionou.
Ao Gustavo Rezende Siqueira pelas orientações e cooperação no andamento do
experimento.
A Mariana Castelleti Beraldo pela grande amizade e ajuda na execução da parte
laboratorial do experimento, a qual sem sua ajuda, a realização deste trabalho não seria
possível.
Aos amigos e colegas de laboratório Silvina, César, Adriana, Gislaine, Tammy,
Carol, Márcia, Marita, Natalie, Gisela e Katia, aos quais tenho imenso carinho e
admiração.
A Rosane Oliveira, que através de seu apoio e dicas, tornou possível a
realização do meu estágio no Exterior.
vii
Aos funcionários e professores do Departamento de Microbiologia, em especial
Edna e Rosangela.
Aos componentes da banca examinadora pelas sugestões e correções deste
trabalho.
Aos amigos, companheiros e ex-moradores da República Abatedouro: Hamilton
(Uruka), Gustavo (Lupus), Rodnei (Lampião), Ricardo (K-pão) Caio (Mandruvá) e
Fernando (Leitão) pelos momentos felizes e pelos dias e noites que compartilhamos
juntos.
A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal e Ensino Superior, pela
concessão de bolsa de estudos.
A todos que direta ou indiretamente colaboraram para realização e conclusão do
trabalho.
Muito obrigado !
viii
SUMÁRIO
Página
Lista de tabelas............................................................................................ix
Lista de figuras .............................................................................................x
Resumo....................................................................................................... xii
Summary.....................................................................................................xiii
1. INTRODUÇÃO ........................................................................................1
2. REVISÃO DE LITERATURA.....................................................................3
2.1. Processo de ensilagem ................................................................3
2.2. Microrganismos deteriorantes após abertura dos silos ...............4
2.2.1. Bacillus .......................................................................5
2.2.2. Enterobactérias...........................................................6
2.2.3. Fungos filamentosos...................................................7
2.2.4. Leveduras...................................................................7
2.3. Ensilagem da cana-de-açúcar......................................................9
2.4. Lactobacillus buchneri ...............................................................10
3. MATERIAL E MÉTODOS........................................................................14
3.1. Localização e preparo das silagens ...........................................14
3.2. Amostragens e análises realizadas............................................14
3.3. Identificação dos fungos filamentosos........................................16
3.4. Análise estatística.......................................................................17
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ..............................................................18
4.1. Contagem e dinâmica microbiana ..............................................18
4.2. Parâmetros químicos..................................................................22
4.3. Parâmetros microbiológicos e químicos
nas diferentes alturas de coleta .................................................27
4.4. Fungos filamentosos associados à ensilagem
da cana-de-açúcar......................................................................29
5. CONCLUSÕES.......................................................................................33
6. REFERÊNCIAS ......................................................................................33
ix
LISTA DE TABELAS
Página
Tabela 1. Alterações microbiológicas nas silagens de cana-de-
açúcar cruas ou queimadas, inoculadas ou não com Lactobacillus
buchneri, analisadas após abertura dos silos (Média dos
tratamentos no tempo), no segundo semestre de 2007 em
Jaboticabal-SP............................................................................................19
Tabela 2. Alterações químicas nas silagens de cana-de-açúcar
cruas ou queimadas, inoculadas ou não com Lactobacillus
buchneri, analisadas após abertura dos silos (Média dos
tratamentos no tempo), no segundo semestre de 2007 em
Jaboticabal-SP............................................................................................23
Tabela 3. Efeito da profundidade nos parâmetros microbianos e
químicos das silagens de cana-de-açúcar avaliadas após
abertura dos silos........................................................................................28
x
LISTA DE FIGURAS
Página
Figura 1. Destino do ácido orgânico em ambiente de baixo pH e
na presença de célula microbiana. .............................................................12
Figura 2. Dinâmica da população de leveduras nas diferentes
silagens de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes dias após
abertura dos silos .......................................................................................19
Figura 3. Dinâmica da população de fungos filamentosos nas
diferentes silagens de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes
dias após abertura dos silos .......................................................................20
Figura 4. Dinâmica da população de Bacillus nas diferentes
silagens de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes dias após
abertura dos silos........................................................................................20
Figura 5. Variação temporal dos valores de pH nas diferentes
silagens de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes dias após
abertura dos silos........................................................................................24
Figura 6. Variação temporal dos valores de matéria seca nas
diferentes silagens de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes
dias após abertura dos silos .......................................................................25
Figura 7. Variação temporal dos teores de proteína bruta nas
diferentes silagens de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes
dias após abertura dos silos . .....................................................................26
xi
Figura 8. Variação temporal dos teores de nitrogênio amoniacal
(N-NH
3
) nas diferentes silagens de cana-de-açúcar avaliadas em
diferentes dias após abertura dos silos.......................................................27
Figura 9. Frequência dos gêneros de fungos filamentosos
identificados na silagem de cana-de-açúcar, avaliada em
diferentes períodos de aeração ..................................................................29
Figura 10. Frequência dos gêneros de fungos filamentosos
identificados na silagem de cana-de-açúcar inoculada, avaliada
em diferentes períodos de aeração ............................................................30
Figura 11. Frequência dos gêneros de fungos filamentosos
identificados na silagem de cana-de-açúcar queimada, avaliada
em diferentes períodos de aeração. ...........................................................30
Figura 12. Frequência dos gêneros de fungos filamentosos
identificados na silagem de cana-de-açúcar queimada e
inoculada, avaliada em diferentes períodos de aeração ............................31
xii
ALTERAÇÕES MICROBIOLÓGICAS E QUÍMICAS NA SILAGEM DE CANA-DE-
AÇÚCAR (SACCHARUM OFFICINARUM L.) IN NATURA E QUEIMADA,
INOCULADAS OU NÃO, COM LACTOBACILLUS BUCHNERI.
RESUMO – Visando suplementar ruminantes no período seco, a cana-de-açúcar nos
últimos anos tem sido bastante pesquisada e empregada como volumoso alternativo,
principalmente na forma de silagem. Na ensilagem desta forrageira, principalmente
quando utilizada após queima do canavial, ocorre uma alta atividade de leveduras
epífitas que convertem os carboidratos solúveis da forragem em etanol, gás carbônico e
água, levando a elevadas perdas de matéria seca, aumento no teor de fibra em
detergente neutro e diminuição de consumo. Buscando amenizar esses problemas tem-
se pesquisado inoculantes bacterianos compostos por bactérias ácido-produtoras, tais
como o Lactobacillus buchneri. Sendo assim, objetivando avaliar os efeitos
antimicrobianos e químicos na silagem de cana-de-açúcar queimada e inoculada com
Lactobacillus buchneri, quatro silos de superfície foram analisados por meio dos
seguintes tratamentos: cana-de-açúcar crua sem aditivo; cana-de-açúcar crua inoculada
com L. buchneri; cana-de-açúcar queimada sem aditivo e cana-de-açúcar queimada e
inoculada com L. buchneri. As amostragens foram efetuadas após 0, 21, 49, 77 e 105
dias de utilização dos silos, sendo retiradas do centro e superfície do painel. Houve
redução na população de leveduras e fungos filamentosos nas silagens inoculadas e
aumento nas queimadas. Constatou-se maior população de microrganismos na camada
superficial, além de maiores valores de pH e nitrogênio amoniacal. Ocorreram menores
perdas de matéria seca na silagem de cana-de-açúcar queimada e inoculada em
relação ao seu controle. As silagens apresentaram os fungos filamentosos Aspergillus,
Penicillium, Trichoderma, Rhizopus e Neurospora após abertura, verificando-se redução
na frequência dos mesmos ao longo do período. O inoculante exerceu um efeito redutor
na população de leveduras e na perda de MS sendo esse efeito potencializado pela
queima da cana-de-açúcar. A deterioração das diferentes silagens no pós-abertura,
independente do tratamento, foi dominada pela ação das leveduras.
PALAVRAS-CHAVE: deterioração, ensilagem, fogo, inoculante, microrganismos, pH.
xiii
MICROBIOLOGICAL AND CHEMICAL CHANGES ON SUGARCANE SILAGE
(SACCHARUM OFFICINARUM L.) CRUDE AND BURNED, INOCULATED OR
NOT, WITH LACTOBACILLUS BUCHNERI.
SUMMARY – In order to supplement ruminants’s diets in dry period, sugarcane in the
last years has been researched and processed as silage to used as an alternative food.
In this ensilage process, mainly after sugar cane plantation have been set on fire, occurs
a high activity of yeasts that convert the soluble carbohydrates of the forage in ethanol,
carbon dioxide and water, leading to dry matter losses, increase in fiber content and
decrease in the intake. In a way to solve those problems bacterial inoculants produced
with acid-producers bacteria’s, such as Lactobacillus buchneri, have been researched.
Considering this the aim of the present study was to evaluate the microbiological and
chemical effects on burned sugarcane silage when inoculated with Lactobacillus
buchneri. Four silos type surface were analyzed using the following treatments:
sugarcane without additives; sugarcane inoculated with L. buchneri; burned sugarcane
without additives; and burned sugarcane inoculated with L. buchneri. The samples were
taken after 0, 21, 49, 77 and 105 days after opening the silos and they were taken from
the center and the surface of the panel. There was a reduction in the population of
yeasts and filamentous fungi in inoculated silages and an increase of them in burned
silages. There was a greater population of microorganisms in the superficial layer, in
addition to higher pH values and ammoniacal nitrogen. The burned silage inoculated
with L. buchneri showed the least amount of losses of dry matter in comparison to the
control sample. The fungi Aspergillus, Penicillium, Trichoderma, Rhizopus and Neospora
were found in the silages after opening the silos and the frequency of these
microorganisms decreased with the passing of time. The inoculating had an reduccing
effect in the yeast's population and in the loss of DM, and this effect was enhanced by
the burn of the sugarcane. The deterioration of the different silages in the post-opening
period, regardless the treatment, was dominated by the action of yeasts.
KEYWORDS: deterioration, ensilage, fire, inoculant, microrganism, pH.
1
1. INTRODUÇÃO
A variação na disponibilidade de forragem durante o ano tem sido apontada
como um dos fatores que contribuem para a baixa produtividade dos rebanhos
brasileiros mantidos em pastagem. De modo a contornar esse problema, a cana-de-
açúcar nos últimos anos tem sido bastante pesquisada e empregada como volumoso
alternativo para ruminantes. Apesar de a mesma apresentar alta produção por hectare
e capacidade de manutenção do potencial energético durante o período seco, quando
produzida para ser oferecida in natura, apresenta alguns inconvenientes como a
contratação de mão-de-obra diária para cortes, despalhamento, desintegração e
transporte, além dos riscos que a cultura sofre a incêndio acidental ou criminoso
(BERNARDES et al., 2007; PEDROSO et al. 2007).
Em razão disso, muitos produtores têm optado pela ensilagem como alternativa
de utilização desta forrageira. Essa técnica proporciona uma boa economicidade,
gerada pela redução da utilização de mão-de-obra, alem da liberação da área para
rebrota homogênea das plantas, que permite melhor cobertura do solo e maior índice
de área foliar para o período das águas e, consequentemente, menores gastos com o
controle de plantas invasoras (FREITAS et al., 2006).
Na ensilagem da cana-de-açúcar, ocorre uma alta atividade de leveduras
epífitas que convertem os carboidratos solúveis (CS) da forragem em etanol, gás
carbônico e água, levando a elevadas perdas de matéria seca, aumento no teor de fibra
em detergente neutro (FDN) e diminuição de consumo. A presença de leveduras é
considerada indesejável, em vista que esse grupo de microrganismos está associado
com a deterioração aeróbia das silagens (DRIEHUIS et al., 1999).
Apesar da cana-de-açúcar ser considerada uma cultura de baixo risco
agronômico, o fogo e a queima por geada representam riscos para o canavial, sendo a
ensilagem uma boa opção em situações em que a queima constitui um acidente. Porém
neste processo ocorrem reações de reversão da sacarose e aumento na população de
leveduras que acarretam a uma consequente perda do valor alimentício e capacidade
de estocagem do material no canavial (SIQUEIRA, 2005; BERNARDES et al., 2007).
2
Aliado a esse fato, a presença de O
2
, pela entrada de ar durante o período de
estocagem, principalmente na abertura do silo, favorece o desenvolvimento de
microrganismos aeróbios indesejáveis e/ou patogênicos tais como as leveduras, fungos
filamentosos, Bacillus, Listeria monocytogenes e enterobactérias. Esses
microrganismos além de produzirem toxinas que acarretam problemas aos animais,
utilizam carboidratos solúveis, ácidos orgânicos e compostos nitrogenados solúveis,
como substratos para o seu desenvolvimento, com consequente perda do valor nutritivo
(WOOLFORD, 1990; McDONALD et al., 1991).
Buscando minimizar esses problemas intrínsecos a ensilagem de cana-de-
açúcar, bem como de outras forrageiras, tem-se pesquisado de maneira intensiva o uso
de aditivos, principalmente inoculantes bacterianos compostos por bactérias ácido-
produtoras. Dentre esses destaca-se o Lactobacillus buchneri que já é utilizado na
Europa e EUA com intuito de melhorar a qualidade das silagens de milho, sorgo e de
grãos de cereais. Essa bactéria produz ácido acético e 1,2-propanediol, que inibem
principalmente o desenvolvimento e a sobrevivência de leveduras e fungos
filamentosos, quando a silagem é exposta ao ambiente (DRIEHUIS et al., 1999,
WEINBERG et al., 1999). No Brasil trabalhos como o de SIQUEIRA (2005) e
PEDROSO et al. (2008) obtiveram bons resultados utilizando esse microrganismo em
silagens de cana-de-açúcar, porém de maneira geral estudos microbiológicos em
relação à dinâmica dos microrganismos envolvidos nesse processo após abertura dos
silos ainda são incipientes.
Considerando que, após abertura, a silagem é exposta à deterioração aeróbia,
processo caracterizado por aumentos de temperatura, pH e oxidação dos produtos da
fermentação, e que a cana-de-açúcar quando utilizada para produção de silagem após
queima acidental, tem um aumento na população de leveduras, os inoculantes, tais
como o Lactobacillus buchneri são alternativas promissoras para evitar perdas elevadas
na ensilagem desta forrageira.
Em face do exposto, este trabalho teve o objetivo de verificar alterações
microbiológicas e químicas na silagem de cana-de-açúcar in natura e queimada,
3
inoculadas ou não, com Lactobacillus buchneri durante diferentes períodos de
exposição aeróbia.
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Processo de ensilagem
É chamada silagem a forragem verde, suculenta, conservada por meio de um
processo de fermentação anaeróbica. As silagens são guardadas em silos após
processo de corte, compactação e vedação para que haja a fermentação.
O processo de ensilagem baseia-se na redução do pH da massa ensilada
através principalmente da produção de ácido de lático por bactérias ácido-produtoras
por meio da fermentação de carboidratos solúveis da planta. Essa produção de ácido é
exigida em quantidades suficientes para inibir o desenvolvimento de microrganismo
deteriorantes, de modo a preservar essa material até que o mesmo seja fornecido ao
animal (McDONALD et al., 1991).
O processo de ensilagem inicia-se após o corte da forrageira, a qual ainda
permanece viva e respirando ativamente. Quando este material é ensilado, as células
vivas continuam respirando até esgotar o oxigênio retido no meio do material ensilado.
Junto a este material existe uma variedade de microrganismos como leveduras, fungos
filamentosos e bactérias aeróbias. A atuação desses microrganismos, somada a
respiração das células do material ensilado,consomem, num período de 4 a 6 horas,
todo o oxigênio disponível, produzindo em contrapartida, dióxido de carbono, água e
calor. Nesta fase a temperatura ideal deve estar entre 27 e 38º C, a qual será um meio
propício ao desenvolvimento dos microorganismos produtores de ácido lático. Se a
compactação e vedação do material não forem bem feitas haverá excesso de oxigênio,
que induzirá maior respiração celular, isso causará temperaturas acima de 44º C,
reduzindo as chances de uma fermentação desejável. Como consequência, haverá
uma redução no valor nutritivo da forragem, devido, principalmente às perdas de
4
digestibilidade de proteína. Nesta fase as enterobactérias, produtoras de ácido acético
multiplicam-se em função do pH e temperatura (TORRES, 1984; STEFANIE et al.,
2000).
À medida em que há redução do pH, e há consumo do oxigênio, as
enterobactérias são substituídas por bactérias ácido láticas, na maioria anaeróbias,
representados por bactérias do gênero, Streptococcus e Leuconostoc, as quais
reduzem ainda mais o pH dando possibilidade a multiplicação dos Lactobacillus e
Pediococcus, que crescem mais lentamente, mas apresentam uma alta taxa de
produção de ácido lático, estabelecendo um pH entre 3,8 a 4,2.
Há uma perda inevitável, de ordem de 3%, de energia devido à transformação
dos carboidratos em ácido lático. O objetivo da ensilagem é não permitir que ela
ultrapasse 5%. Ocorrem ainda redução de nitratos, degradação das proteínas em
aminoácidos, amônia e outros produtos nitrogenados não protéicos. Sob boas
condições de fermentação a ensilagem estará preservada em 2 a 3 semanas
(TORRES, 1984). Essa redução no pH é fundamental na proteção contra
microrganismos indesejáveis como Clostridium spp, que são responsáveis pela
produção de ácido butírico, que além de provocar odor desagradável, interfere na
aceitabilidade da silagem pelo animal. (WOOLFORD, 1990).
2.2. Microrganismos deteriorantes após abertura dos silos
Durante o desabastecimento dos silos a silagem volta a ser exposta ao
ambiente aeróbio. Esse fato é inevitável, porém o mesmo pode ocorrer antes mesmo da
abertura da silagem, no caso em que exista algum furo na lona causado por agente
físico ou mesmo roedores ou pássaros. Esse processo é dividido em dois estágios.
Inicialmente essa degradação é iniciada pelo consumo dos ácidos orgânicos
por leveduras e ocasionalmente por bactérias ácido acéticas. Essa redução ocasiona
um aumento no pH, dando início a segunda fase de deterioração, a qual está associada
a uma elevação da temperatura, dando oportunidade aos Bacillus de multiplicarem-se.
5
Nesse último estágio, outros microrganismos aeróbios (facultativos) como fungos
filamentosos e enterobactérias podem voltar a atuar (WOOLFORD, 1990; OSTLING &
LINDGREN, 1995; STEFANIE et al., 2000).
2.2.1. Bacillus
As bactérias do gênero Bacillus caracterizam-se por serem microrganismos em
forma de bastonetes, formadores de esporos, aeróbios ou aeróbios facultativos
produtores de catalase e fermentadores de proteína (WOOLDFORD, 1984).
Acreditava-se que esse microrganismo apresentava função secundária na
deterioração das silagens quando comparado com as leveduras (WOOLFORD, 1990).
Porém, extensos estudos revelaram que eles exercem uma função muito mais
importante do que se acreditava para determinadas espécies forrageiras. Várias
pesquisas realizadas na América do Norte e Europa têm demonstrado que as bactérias
do gênero Bacillus estão presentes nas silagens nas fases finais de deterioração,
quando houve consumo de ácido lático pelas leveduras e então o alimento apresenta
elevado valor de pH. Entretanto, no ambiente tropical, no qual as forrageiras são
caracterizadas por um processo de fermentação onde os valores de pH se estabilizam
acima de 4,5, tem-se condições favoráveis ao desenvolvimento deste tipo de bactéria
(BERNARDES, 2003).
A maioria das espécies possuem enzimas sacarolíticas e proteolíticas sendo as
espécies B. cereus, B. lentus, B. firmus e B. sphaericus as principais responsáveis na
deterioração de silagens (McDONALD et al., 1991).
Algumas espécies tais como o B. subtilis e o B. licheniformis tem sido utilizadas
para inibir o desenvolvimento de leveduras e fungos filamentosos dada sua atividade
antifúngica, principalmente em silagens de grão úmido como verificado no trabalho
PAHLOW et al. (2003).
As bactérias do gênero Bacillus podem passar da silagem para as fezes através
do sistema digestório dos ruminantes, acarretando uma maior contaminação do leite,
6
sendo consideradas um agente patogênico pelos laticínios, dada sua resistência a
pasteurização e aumento de sua população mesmo a baixas temperaturas (PAHLOW et
al., 2003).
2.2.2. Enterobactérias
As enterobactérias são microrganismos gram-negativos não formadores de
esporos e anaeróbios facultativos, normalmente não patogênicos em silagens, móveis e
fermentadores de carboidrato, tendo como subproduto ácido acético (McDONALD et al.,
1991). No processo de ensilagem estão relacionadas ao consumo inicial de oxigênio
sendo rapidamente inibidas pelo desenvolvimento de bactérias ácido-láticas, com
subsequente queda no pH.
As mesmas são inibidas com pH abaixo de 4,5, porém podem voltar a atuar no
pós-abertura através do consumo de ácido lático e acético se as condições de
anaerobiose não forem alcançadas adequadamente. OSTLING & LINDGREN (1995)
afirmaram que a presença de enterobactérias, por outro lado, pode tornar a silagem
mais estável na fase aeróbia através da produção de alguns compostos durante a
fermentação, levando a inibição de leveduras durante a exposição aeróbica. Somado a
esse fato as enterobactérias podem produzir nitrito e óxido nítrico que são compostos
inibidores de Clostridium (ARCURI et al., 2003).
As principais espécies encontradas em gramíneas frescas são Erwinia herbicola
e Rahnella aquitilis sendo que no processo de ensilagem é sucedida por Hafnia alvei e
posteriormente por Escherichia coli e Serratia fonticola (OSTLING & LINDGREN, 1995).
As mesmas podem deaminar e descarboxilar alguns aminoácidos, formando amônia
durante a ensilagem, apesar de possuírem fraca atividade proteolítica (McDONALD et
al., 1991; HENDERSON, 1993).
7
2.2.3. Fungos filamentosos
A deterioração aeróbia da silagem está associada, principalmente, com o
desenvolvimento de fungos filamentosos e leveduras. Estes microrganismos
apresentam alta resistência as variações do pH e sobrevivem em meio anaeróbio.
Aliado a esse problema o oferecimento de material com alta concentração de
fungos filamentosos e a exposição a esporos fúngicos pode ser prejudicial à saúde dos
animais, especialmente ruminantes jovens (MUCK et al.,1984; WITTENBERG et al,
1996) e equinos (CUNHA, 1991) bem como as pessoas que manuseiam a forragem,
devido à presença de toxinas, especialmente aquelas relacionadas com fungos
patogênicos, como o Aspergillus glaucus e Aspergillus fumigatus (MOSER, 1980; REIS
& RODRIGUES, 1992).
Os fungos presentes na deterioração da silagem são representados por muitos
gêneros, incluindo os tipos termofílicos. Em algumas silagens, o desenvolvimento dos
fungos filamentosos segue os das leveduras e isso frequentemente é refletido no
aparecimento de dois picos de elevação da temperatura durante a deterioração. O
primeiro pico pode ocorrer dentro de dois a três dias de exposição ao ar, que é atribuído
as leveduras e o segundo, ocorrendo de três a quatro dias após o primeiro, podendo
ser atribuído aos fungos filamentosos. Um grande número de espécies tem sido
isoladas de silagens deterioradas incluindo membros do gênero Monascus, Geotrichum,
Bissochlamys, Mucor, Monilia, Aspergillus, Penicillum e Fusarium (McDONALD et al.,
1991).
2.2.4. Leveduras
As leveduras são organismos eucariotas, anaeróbios facultativos e heterótrofos.
Sob condições de anaerobiose fermentam açúcar em etanol e CO
2
. Essa produção de
etanol além de diminuir a quantidade de açúcar disponível para as bactérias ácido-
produtoras, podem afetar o sabor do leite (RANDBY et al., 1998). Além disso, o etanol
8
residual na silagem provoca rejeição de consumo pelo animal, logo após seu
fornecimento no cocho (SCHMIDT et al., 2004), contudo se ingerido apresenta
significativa contribuição energética ao animal, por via direta.
Em condições de aerobiose, muitas leveduras podem degradar o ácido lático a
CO
2
e H
2
O. Essa degradação provoca um aumento no pH do silagem, dando
oportunidade de outros microrganismos deteriorantes voltarem a atuar (McDONALD et
al., 1991).
Apesar de serem capazes de fermentar açúcares e produzir lactato e acetato,
sua presença na silagem não é desejável, pois primeiramente estão associadas com
deterioração, e em segundo lugar competem com as bactérias ácido-láticas por
substrato, que fermentam principalmente a etanol, contribuindo pouco para a
preservação da silagem (WOOLFORD, 1990).
Segundo McDONALD et al. (1991), esses microrganismos não são inibidos pelo
pH das silagens, podendo ser encontradas com valores variando de 3,0 a 8,0. Em
condições aeróbias são capazes de tolerar ácidos orgânicos melhor do que qualquer
microrganismo, obtendo energia pela fermentação de açúcares. Sua sobrevivência na
silagem depende de fatores como anaerobiose bem como a concentração de ácidos
orgânicos,sendo que a presença de oxigênio aumenta a sobrevivência e a multiplicação
desse microrganismo durante estocagem (JONSSON & PAHLOW, 1984).
Na silagem seu principal papel consiste em deteriorar esse alimento quando o
mesmo é exposto ao ar. A maioria encontrada em forragem fresca é constituída de
espécies não fermentativas como os gêneros Cryptococcus, Rhodotorula, Candida e
Hansenula. Após estabelecer um ambiente anaeróbio no silo, as espécies aeróbias são
sucedidas pelas leveduras fermentativas, cujas principais espécies são: Torulopsis e
Saccharomyces. Caso haja entrada de ar no silo durante a fermentação, as leveduras
fermentadoras de lactato dominam, mas se prevalecerem às condições anaeróbias
estás espécies serão reduzidas a 15% do total e permanecerão as Saccharomyces,
que embora fermentativas não usam o lactato (WOOLFORD, 1990).
9
2.3. Ensilagem da cana-de-açúcar
A cana-de-açúcar é amplamente utilizada como forragem suplementar de
inverno no Brasil e em outros países de clima tropical, sendo utilizada também como
principal volumoso em fazendas produtoras de leite e em confinamentos de gado de
corte (PEDROSO et al., 2007) . É uma forrageira com grande potencial de produção de
MS e energia por área e permite bom desempenho dos animais quando corretamente
suplementada com proteínas e minerais (BOIN & TEDESCHI, 1993). Seu valor nutritivo
é mantido durante os meses de inverno, sendo tradicionalmente fornecida fresca aos
animais. A ensilagem tem sido utilizada para evitar as operações diárias de corte e
transporte da cana e pode colaborar ainda para o aumento da produtividade e da vida
útil dos canaviais pela maior eficiência nos cuidados pós-colheita, como capina e
fertilização. Serve ainda para evitar a perda total da forragem em casos de incêndio ou
de geadas (BERNARDES et al., 2007; PEDROSO et al., 2007).
A cana-de-açúcar caracteriza-se por possuir um alto teor de carboidratos
solúveis e uma grande população de leveduras epífitas. Quando essa forrageira é
utilizada na forma de silagem, essas condições favorecem uma intensa fermentação
alcoólica, através da conversão desses CS a etanol, CO
2
e água (McDONALD et al.,
1991). Como resultado a silagem de cana-de-açúcar pode apresentar perdas
excessivas de matéria seca (MS), redução nos teores de CS e em seu valor nutritivo,
refletindo dessa forma uma diminuição no desempenho animal (ALLI et al., 1982).
Segundo KUNG Jr. & STANLEY (1982) e PEDROSO et al. (2005), teores de
etanol de 8 a 17% da MS têm sido relatados para cana-de-açúcar ensilada sem o uso
de aditivos, resultando em perdas aproximadas de 30% da MS durante o processo.
Outro problema vinculado à utilização dessa forrageira como volumoso está
relacionado aos riscos que a mesma sofre a incêndio acidental ou criminoso. Essa
queima inviabiliza a manutenção do canavial na forma de capineira para ser utilizado no
período de escassez de forragem. Nesse caso a ensilagem da cana-de-açúcar
apresenta-se como forma preventiva, ou mesmo, curativa no caso de incêndios
acidentais, porém BERNARDES et al. (2007) verificaram que essa forrageira quando
10
utilizada para ensilagem após queima apresenta um aumento significativo na população
de leveduras. Nesse estudo as silagens de cana-de-açúcar queimadas apresentaram
maiores concentrações de etanol (7,3 versus 6,5 %) e maiores populações de
leveduras (2,7 versus 2,2 log ufc/g de silagem), quando comparadas as silagens de
cana-de-açúcar crua.
Altas contagens de leveduras causam a deterioração das silagens expostas ao
ar durante a estocagem ou após a abertura dos silos, promovendo aumento do pH e do
risco de desenvolvimento de microrganismos patogênicos e/ou deteriorantes, como
Listeria monocytogenes, fungos filamentosos, Bacillus e enterobactérias ( WOOLFORD,
1990; ROTZ & MUCK, 1994).
2.4. Lactobacillus buchneri
Visando controlar a fermentação alcoólica, bem como a degradação das
silagens no pós-abertura tem-se preconizado a utilização de aditivos microbianos,
compostos principalmente por bactérias ácido-produtoras.
Dentre os aditivos microbianos, encontramos inoculantes compostos por
bactérias heterofermentativas ou homofermentativas. Inoculantes contendo bactérias
homofermentativas promovem maior eficiência na produção de ácido lático, maior
rapidez na acidificação e menor pH final, além de redução na taxa de degradação
protéica destas silagens (WEINBERG & MUCK, 1996). Sabendo que as leveduras
podem sobreviver em pH próximo ou inferior a 2 (McDONALD et al., 1991), SOUZA et
al. (2008) citam que a maior produção de ácido lático nas silagens aditivadas não seria
eficiente em controlar as leveduras em silagens de cana-de-açúcar como verificado nos
trabalhos de PEDROSO, (2003) e FREITAS et al., (2006).
Desta forma tem-se estudado a utilização do Lactobacillus buchneri, tendo em
vista a sua característica heterofermentativa, em que através de uma via metabólica de
degradação anaeróbia do ácido lático, converte-se um mole de ácido lático em meio
mol de ácido acético, meio mol de 1,2-propanodiol e traços de etanol (OUDE
11
ELFERINK et al., 2001). Esse microrganismo produz ácidos orgânicos considerados
fracos, no que se refere à eficiência em reduzir o pH da massa ensilada. No entanto, a
ação desses ácidos ocorre sobre o metabolismo de leveduras e fungos filamentosos.
Segundo MOON (1993) o ácido acético teria efeito positivo na inibição de leveduras e
consequente na fermentação alcoólica.
A capacidade do L. buchneri de degradar em condições anaeróbias, ácido lático
em ácido acético e 1,2-propanodiol, em quantidades equimolares foi demonstrada por
OUDE ELFERINK et al. (2001). Vale ressaltar, que a redução de ácido lático representa
diminuição de substrato potencialmente fermentável por leveduras. Sendo assim, no
caso da ensilagem da cana-de-açúcar, esse efeito apresenta grande interesse durante
o processo fermentativo e no pós-abertura (SIQUEIRA, 2005).
Segundo McDONALD et al. (1991), bactérias heteroláticas fermentam glicose
produzindo ácido lático e etanol, já a frutose é fermentada a ácido lático, acético e
manitol; porém o L. buchneri não possui a enzima acetaldeído desidrogenase
responsável pela redução de acetaldeído a etanol. Portanto esse microrganismo não
produz etanol, consequentemente ocorre aumento na concentração de ácido acético
como produto final de sua fermentação.
O ácido acético em solução com pH inferior ao pK
a
encontra-se não dissociado,
permitindo a sua entrada por difusão passiva nas células das leveduras. A dissociação
desse ácido e liberação do íon H+ é tóxica às leveduras, promovendo dessa forma um
gasto de energia (ATP) para expulsar o H+, proporcionando assim decréscimo na
multiplicação desses microrganismos e até mesmo sua morte (Figura 1) (McDONALD et
al., 1991).
12
Figura 1- Destino do ácido orgânico em ambiente de baixo pH e na presença da célula
microbiana (BERNARDES, 2006; adaptado de DAVIDSON, 1997).
Atualmente diversos pesquisadores brasileiros tem estudado a utilização do
Lactobacillus buchneri na ensilagem de cana-de-açúcar.
PEDROSO et al. (2002) avaliaram a adição de Lactobacillus plantarum e
Lactobacillus buchneri em silagens de cana-de-açúcar, após 90 dias de fermentação,
verificando redução na produção de etanol (1,75%), menores perdas gasosas (8,4%) e
maior recuperação da matéria seca nas silagens inoculadas com o L. buchneri.
O mesmo autor e colaboradores em 2007, avaliando a eficácia de aditivos
químicos e inoculantes bacterianos na inibição da produção de etanol, diminuição das
perdas de MS e na melhoria da digestibilidade in vitro de silagens de cana-de-açúcar,
verificaram redução na perda total de MS nas silagens inoculadas com essa bactéria,
porém observaram também que nenhum dos aditivos foi capaz de reduzir a
concentração de etanol nas silagens, incluindo dentre eles o Lactobacillus buchneri.
Avaliando a fermentação, perdas e estabilidade aeróbia de silagens de cana-
de-açúcar tratadas com aditivos químicos ou bacterianos, PEDROSO et al. (2008),
constataram redução de 50% no etanol da silagem inoculada com Lactobacillus
13
buchneri, em relação ao controle. Nessa mesma comparação, observaram também
menores contagens de leveduras e aumento na estabilidade aeróbia.
SIQUEIRA et al. (2009) avaliaram o efeito da queima e do tratamento com
aditivos químicos (uréia, benzoato de sódio e hidróxido de sódio) e inoculantes
microbiológicos (Propionibacterium acidipropionici + Lactobacillus plantarum e
Lactobacillus buchneri) na ensilagem da cana-de-açúcar. Os autores verificaram que o
Lactobacillus buchneri, juntamente com o hidróxido de sódio foram os mais eficientes
em controlar as perdas qualitativas durante o processo fermentativo da ensilagem da
cana-de-açúcar crua ou queimada.
SOUZA et al. (2008) estudando a eficácia de uréia e inoculantes microbianos
nas alterações fermentativas de cana-de-açúcar, contraditoriamente verificaram que as
silagens inoculadas com L. buchneri apresentaram maior produção de etanol, 11,53%
versus 8,27%, da silagem controle, o que refletiu em perdas significativas e baixa
recuperação de MS, além de baixa digestibilidade pela perda de CS e pelo acúmulo de
FDN, que foram similares aos das silagens sem aditivo. Em relação à contagem de
leveduras, o inoculante também não exerceu efeito significativo comparativamente ao
controle.
De maneira geral os estudos em relação à ensilagem da cana-de-açúcar
concluem que a silagem confeccionada sem aditivo controlador da população de
leveduras apresenta grandes perdas de matéria seca e carboidratos solúveis devido à
grande população de leveduras e consequentemente extensa produção de etanol
(SIQUEIRA, 2005), porém estudos microbiológicos ainda são incipientes,
principalmente em relação à dinâmica dos microrganismos envolvidos nesse processo
após abertura dos silos, e de qual forma os mesmos interagem com o Lactobacillus
buchneri e a queima dessa forrageira antes da ensilagem.
14
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Localização e preparo das silagens
O experimento foi conduzido na Agência Paulista de Tecnologia dos
Agronegócios (APTA) - Alta Mogiana, Colina-SP, durante o 2º semestre de 2007. A
cana-de-açúcar (Saccharum officinarum L.) ensilada foi o cultivar IAC86-2480. Foram
realizadas queimadas no canavial, de modo a simular uma queima acidental. A colheita
da forragem foi realizada após 18 meses do plantio, com ensiladeira Menta Mit 3000
produzindo partículas de 1 a 3 cm, sendo as canas-de-açúcar (queimada e crua)
submetidas aos seguintes tratamentos: cana-de-açúcar crua sem aditivo (CC); cana-de-
açúcar crua inoculada com L. buchneri (CI); cana-de-açúcar queimada sem aditivo (CQ)
e cana-de-açúcar queimada e inoculada com L. buchneri (CQI). O microrganismo L.
buchneri (Cepa NCIMB40788) é encontrado no inoculante comercial LalsilCana®
(BUCH) e foi aplicado utilizando-se uma bomba costal, respeitando-se a dose de 5 x
10
4
ufc/g de massa ensilada, a qual equivale a 2 g de inoculante diluído em 2 L de água
por t de massa ensilada.
Os materiais foram acondicionados em quatro silos do tipo superfície até
completarem aproximadamente 100 t. A compactação foi feita através de tratores,
sendo a massa posteriormente coberta por lona plástica dupla face de 200 micras.
Sacos de areia foram colocados sobre a lona e ao redor do silo para vedação do
processo. As dimensões de cada silo eram de 4 metros de largura, 1,5 m de altura na
região central e 25 m de comprimento.
3.2. Amostragens e análises realizadas
As amostragens foram efetuadas após 0, 21, 49, 77 e 105 dias da abertura dos
silos (60 dias de vedação). As amostras foram retiradas em pontos aleatórios de duas
alturas do painel, sendo elas a 10 cm da superfície e no centro (1,00m do topo). As
15
mesmas foram coletadas manualmente atingindo 10 cm dentro do painel, sendo que os
silos eram recobertos após esse manejo. A velocidade de retirada de silagem de cada
silo era de aproximadamente 1,00 m/semana (15 cm de fatia/dia).
Cada amostra foi subdividida em três subamostras, tendo cada uma
aproximadamente 300g: a primeira foi utilizada para as análises microbiológicas, sendo
acondicionadas em sacos plásticos e enviadas sob refrigeração em caixas isotérmicas
esterilizadas ao laboratório para análises; a segunda para análise de MS e proteína
bruta (PB), como descrito por SILVA & QUEIROZ (2002), em que foi realizado uma pré-
secagem em estufas de circulação forçada a 60ºC, por 72 horas e moagem até
atingirem pedaços menores que 6 mm, sendo posteriormente armazenados em potes
plásticos; e a terceira que foi preparada segundo a metodologia descrita por KUNG Jr.
et al. (1984) para determinação do pH com o uso do potenciômetro e teores de
nitrogênio amoniacal (N-NH
3
), segundo SILVA & QUEIROZ (2002).
As análises da 2º e 3º subamostras foram realizadas no Laboratório de Nutrição
Animal da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, Universidade Estadual
Paulista (FCAV UNESP Jaboticabal – SP). As análises microbiológicas foram realizadas
nos laboratórios de Bactérias Anaeróbias e de Defesa Fitossanitária da mesma
universidade.
O preparo das amostras para análise microbiológica consistiu de uma diluição
prévia, pesando-se 25 g de silagem (matéria verde) e adicionando a 225 ml de solução
salina estéril (8,5 g de NaCl/litro de água destilada). Após agitação foram retirados 10
mL do extrato para as diluições posteriores, e a partir dos extratos diluídos (10
-1
a 10
-5
)
foram realizadas as semeaduras nos meios específicos para cada microrganismo
estudado. Foi realizada contagem do número de colônias de leveduras, fungos
filamentosos, Bacillus e enterobactérias.
O desenvolvimento de Bacillus foi realizado conforme SPECK (1984) utilizando-
se o meio ágar nutriente (Difco) sendo que, as culturas foram incubadas em aerobiose
a 30
o
C por três dias. Para determinar o desenvolvimento de enterobactérias nas
silagens foi utilizado como meio de cultura Violet Red Bile Agar (Oxoid), com incubação
aeróbia por três dias em temperatura de 35
o
C segundo JONSSON (1991). Para
16
contagem total de leveduras utilizou-se o meio Agar dextrose batata (Difco) acidificado
com ácido tartárico para obtenção de pH 4,0 sendo que, as amostras foram incubadas
por 3 dias a 28
o
C (KURTMAN & FELL, 1998). Também para contagem de fungos foi
utilizado o mesmo meio de cultura e temperatura, sendo que a incubação foi realizada
por 5 dias.
A diferenciação entre leveduras e fungos filamentosos foi realizada de acordo
com a morfologia das colônias sabendo-se que as leveduras são microrganismos que
apresentam colônias de aspecto cremoso, enquanto que os fungos filamentosos
apresentam aspecto aveludado.
Todas as contagens foram feitas em unidades formadoras de colônias (UFC/g),
sendo estas posteriormente transformadas em Log
10.
3.3. Identificação dos fungos filamentosos
Além da contagem foi realizado um levantamento dos gêneros de fungos
filamentosos associados ao material ensilado. Para realização do mesmo foi utilizado o
método do papel de filtro usado em testes de sanidade de sementes, o qual foi
adaptado ao material ensilado. Este método consistiu em se colocar três folhas de
papel de filtro por placa de Petri, previamente umedecidos com água destilada e
esterilizada. Posteriormente, foram colocadas em cada placa, 10 fragmentos de 0,3 a
0,5 cm da cana-de-açúcar ensilada (por amostra), de maneira a ficarem equidistantes
uns dos outros (LUCCA FILHO, 1987).
Os fragmentos das silagens foram retirados de partes da amostra escolhidas
ao acaso, sendo incubados sob regime de luz alternada (12 horas de luz e 12 horas de
escuro) por 7 dias, a uma temperatura de 20º C. Após o período de incubação os
fragmentos foram examinados, individualmente, através de microscópio esteroscópio.
Paralelamente, sempre que necessário, foram feitas lâminas das estruturas dos fungos
filamentosos (micélio e corpo de frutificação) e examinadas em microscópio ótico
17
comum e comparadas segundo a descrição de BARNETT & HUNTER (1972) e
HANLIN (1990) para facilitar a identificação.
Foi detectada apenas a porcentagem de ocorrência de cada gênero de fungo
filamentoso estudado nas amostras. A estimativa dos fungos filamentosos foi calculada
através da fórmula usada por SENTHILKUMAR et al. (1993):
Número de amostras nas quais apareceram fungos filamentosos
% de frequência = -------------------------------------------------------------------------------- x 100
Número total de amostras examinadas
3.4. Análise estatística
O delineamento experimental adotado foi o inteiramente casualizado num
esquema de parcelas sub-subdivididas, sendo a parcela principal os tratamentos (cana-
de-açúcar crua sem inoculante; cana-de-açúcar crua com inoculante; cana-de-açúcar
queimada sem inoculante e cana-de-açúcar queimada com inoculante), a sub-parcela
as duas profundidades de coleta (superfície e centro do painel) e a sub-subparcela os
tempos de coleta (0, 21, 49, 77 e 105 dias após abertura).
Os dados foram analisados estatisticamente pelos procedimentos da análise de
variância e as médias comparadas pelo teste Tukey ao nível de significância de 5%,
utilizando o programa de Análise Estatística ESTAT, desenvolvido pelo Departamento
de Ciências Exatas da FCAV/UNESP.
18
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Contagem e Dinâmica microbiana
Através da Tabela 1 e figuras 2, 3, e 4 observa-se os efeitos microbiológicos
(contagem e dinâmica) da queima e inoculação com Lactobacillus buchneri nas
diferentes silagens de cana-de-açúcar. Observou-se que a queima provocou aumento
significativo (P<0,05) na população de leveduras (5,53 %) e Bacillus (3,14 %) e não
significativo (P>0,05) nos fungos filamentosos na silagem queimada em relação à crua.
Resultados semelhantes foram encontrados por BERNARDES et al. (2007) que ao
analisarem a fermentação da cana-de-açúcar queimada, verificaram aumento (18,51%)
na contagem de leveduras no tratamento que sofreu queima. Segundo os autores, esse
aumento é atribuído às altas temperaturas geradas por esse processo, que destroem a
camada de cera que envolve a parede celular desta espécie vegetal, provocando
rachaduras no colmo e consequentemente exsudação de conteúdo celular,
aumentando dessa forma a contaminação microbiana, principalmente por leveduras.
Segundo os mesmos autores, outro aspecto relacionado à maior contagem de
leveduras nas canas queimadas pode estar relacionado à maior proporção de açúcares
na forragem submetida à queima, como resultado da eliminação da palha. No preparo
das silagens do presente experimento, quantidades semelhantes de forragem foram
acomodadas no silo (cana crua ou queimada), de modo que, como o fogo carboniza a
palha, maior proporção de material vegetal com presença de açúcares foi
disponibilizada a esses microrganismos.
Somado a esses fatos o aumento da temperatura podem provocar o
desdobramento da sacarose em glicose e frutose. A presença de açúcares redutores
(glicose e frutose) pode facilitar a fermentação alcoólica pelas leveduras, pois, segundo
WALKER (1998), algumas espécies possuem invertase, enzima capaz de degradar a
sacarose, enquanto outras cepas, por não possuírem a enzima, ficariam limitadas à
fermentação desse dissacarídeo. Assim, com a presença de elevados teores de glicose
e frutose, duas fontes de carbono capazes de ser facilmente fermentadas, as silagens
19
produzidas com cana queimada podem apresentar maior população de leveduras
(BERNARDES et al., 2007), como observado neste estudo.
Tabela 1. Alterações microbiológicas nas silagens de cana-de-açúcar cruas ou
queimadas, inoculadas ou não com Lactobacillus buchneri, analisadas após
abertura dos silos (Média dos tratamentos no tempo), no segundo semestre de
2007 em Jaboticabal-SP.
Parâmetros avaliados
Tratamentos
1
CC
CI
CQ
CQI
CV(%)
2
Leveduras (logUFC/g) 5,12 bc 4,95 c 5,42 a 5.19 b 5,06
Fungos filamentosos (logUFC/g) 2,57 ab 2,46 b 2,71 a 2,56 b 6,77
Bacillus (logUFC/g) 5,55 b 5,56 b 5,73 a 5,64 ab 3,18
1
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
2
CV= Coeficiente de variância
a, b, c
Médias seguidas da mesma letra não diferem (P<0,05) pelo teste Tukey.
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com
L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
Figura 2. Dinâmica da população de leveduras nas diferentes silagens de cana-de-
açúcar avaliadas em diferentes dias após abertura dos silos.
4.0
4.2
4.4
4.6
4.8
5.0
5.2
5.4
5.6
5.8
0 21 49 77 105
Leveduras
(Log UFC/g)
Tempo (dias)
CC CI CQ CQI
20
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
Figura 3. Dinâmica da população de fungos filamentosos nas diferentes silagens
de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes dias após abertura dos silos.
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
Figura 4. Dinâmica da população de Bacillus nas diferentes silagens de cana-de-
açúcar avaliadas em diferentes dias após abertura dos silos.
1.5
1.7
1.9
2.1
2.3
2.5
2.7
2.9
3.1
3.3
3.5
3.7
3.9
0 21 49 77 105
Fungos filamentosos
(Log UFC/g)
Tempo (dias)
CC CI CQ CQI
5.0
5.2
5.4
5.6
5.8
6.0
6.2
6.4
6.6
6.8
0 21 49 77 105
Bacillus
(Log UFC/g)
Tempo (dias)
CC CI CQ CQI
21
A inoculação com L. buchneri provocou uma redução significativa na população
de leveduras (4,24%) e fungos filamentosos (5,53%) na silagem de cana-de-açúcar
queimada em relação à cana-de-açúcar queimada sem aditivo (P<0,05) (Tabela 1 e
Figuras 2 e 3). O mesmo efeito foi verificado nas silagens cruas, porém as diferenças
não foram significativas (P>0,05).
Segundo SIQUEIRA (2005) no processo de queima pode ocorrer transformação
de sacarose em glicose e frutose, com consequente alteração no substrato disponível.
O L. buchneri fermenta tanto sacarose quanto glicose e frutose, mas, no entanto, a
eficiência fermentativa de monossacarídeos (glicose e frutose) é maior do que quando
dissacarídeos (sacarose) são fermentados por esse microrganismo (McDONALD et al.,
1991).
Baseados nos dados encontrados no presente estudo e nas descobertas de
SIQUEIRA (2005) acredita-se que a possível disponibilização de monossacarídeos
estimulou o desenvolvimento do L. buchneri devido ao aumento de substratos
fermentescíveis com consequente incremento na produção de ácido acético, que
segundo MOON (1983) tem efeito positivo na inibição de leveduras, consequentemente
controle da fermentação alcoólica. Esse ácido em solução com pH inferior ao pK
a
encontra-se não dissociado, permitindo a entrada do mesmo por difusão passiva nas
células das leveduras. A dissociação desse ácido e liberação do íon H+ é tóxica às
leveduras, promovendo dessa forma um gasto de energia (ATP) para expulsar o H+,
proporcionando assim decréscimo na multiplicação desses microrganismos e até
mesmo sua morte (McDONALD et al., 1991). Trabalhos no exterior como os de RANJIT
& KUNG Jr. (2000) e TAYLOR et al. (2002), também obtiveram sucesso na redução de
leveduras em silagens de milho quando as mesmas foram inoculadas com L buchneri.
Analisando a fermentação, perdas e estabilidade aeróbia de silagens de cana-
de-açúcar tratadas com aditivos químicos e bacterianos, PEDROSO et al. (2008),
verificaram uma redução significativa na população de leveduras nas silagens
inoculadas com L. buchneri em relação ao seu controle. Os valores das contagens
foram de 6,42 Log UFC/g para as silagens controle e 3,92 Log UFC/g para as
22
inoculadas. Paralelamente verificou-se que a inoculação reduziu em 50% o etanol na
silagem em relação ao controle.
Na literatura ha relatos que o L. buchneri produz um composto denominado
buchnericin LB, que tem efeito bacteriostático sobre Bacillus bem como Listeria
monocytogenes (YILDIRIM & YILDIRIM, 2001), porém nesse trabalho o inoculante não
influenciou significativamente a população desse microrganismo (Tabela 1) (P>0,05).
Houve um aumento na população de leveduras até o 21º dia, estabilizando-se
após esse momento (Figura 2). As curvas de desenvolvimento dos fungos filamentosos
e Bacillus foram inversas a curva de desenvolvimento das leveduras. Possivelmente,
esse decréscimo pode estar associado à alta produção de etanol, encontrada
normalmente em silagens de cana-de-açúcar, dada a multiplicação das leveduras.
Aliado a esse fato as leveduras podem ter se sobressaído na competição por substratos
com os outros microrganismo. Acredita-se que, o etanol produzido e a competição por
substrato pelas mesmas possa ter exercido efeito antimicrobiano sobre os grupos
supracitados (Figuras 2, 3 e 4). BERNARDES et al. (2007) citam que o etanol produzido
funciona como inibidor microbiano na maioria das espécies de microrganismos em
silagens de cana-de-açúcar.
Em todas as silagens não houve crescimento de enterobactérias. Segundo
OSTLING & LINDGREN (1995), durante a deterioração aeróbia de silagens,
enterobactérias podem voltar a desenvolver-se significativamente, porém neste caso,
além da alta produção de etanol, os baixos pHs verificados (Tabela 1 e Figura 5),
podem ter inibido o desenvolvimento desse grupo.
4.2. Parâmetros químicos
Na tabela 2 e figuras 5, 6, 7 e 8 observa-se os efeitos da queima e inoculação
com Lactobacillus buchneri nos parâmetros químicos das silagens de cana-de-açúcar.
23
Tabela 2. Alterações químicas nas silagens de cana-de-açúcar cruas ou
queimadas, inoculadas ou não com Lactobacillus buchneri, analisadas após
abertura dos silos (Média dos tratamentos no tempo), no segundo semestre de
2007 em Jaboticabal-SP.
Parâmetros avaliados
Tratamentos
1
CC
CI
CQ
CQI
CV(%)
2
pH 4,86 a 4,67 b 4,66 b 4,46 c 2,87
PB (%) 4,48 a 4,37 ab 4,27 ab 4,23 b 6,62
N-NH
3
(%) 2,79 a 2,75 a 2, 74 a 2, 75 a 14, 73
MS (%) 22,53 c 24,40 ab 22,75 bc 24,91 a 9,33
1
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
2
CV= Coeficiente de variância
a, b, c
Médias seguidas da mesma letra não diferem (P<0,05) pelo teste Tukey
Os pHs das silagens inoculadas (crua e queimada) apresentaram menores
valores em relação a seus controles. A queima também provocou uma redução
significativa nos valores de pH em relação à silagem crua (P<0,05) (Tabela 2). Porém
BERNARDES et al. (2007), verificaram que a queima antes da ensilagem promoveu
pequeno acréscimo, de 3,5 para 3,7, nos valores de pH da silagem queimada em
relação à crua.
Segundo SIQUEIRA (2009) o L. buchneri quando utilizado em estudos na
ensilagem de cana-de-açúcar (SIQUEIRA et al., 2007; SCHMIDT et al., 2007) bem
como de outras forrageiras como RANJIT et al. (2002) e FILYA (2003) que avaliaram
silagem de milho e sorgo respectivamente, normalmente apresentam valores de pH
superiores às silagens não tratadas.
De acordo com KLEINSCHMIT & KUNG Jr. (2006) umas das possíveis causas
são os menores teores de ácido lático observados nas silagens inoculadas. Esse
microrganismo além de possuir fermentação heterolática (McDONALD et al., 1991) com
produção predominantemente de ácido acético (WEINBERG & MUCK, 1996), pode
converter o ácido lático em ácido acético (OUDE ELFERINK et al., 2001). Como o ácido
24
lático possui um pK
a
baixo o mesmo é o principal responsável pela redução dos valores
de pH na ensilagem (SIQUEIRA, 2009).
Houve um aumento geral nos valores de pH de todas silagens, após abertura
dos silos (Figura 5). Segundo McDONALD et al. (1991), a exposição da silagem ao ar,
provoca uma retomada no desenvolvimento de microrganismos aeróbios que
consomem o ácido lático, permitindo o aumento do pH e a diminuição da qualidade
nutricional do material ensilado.
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
Figura 5. Variação temporal dos valores de pH nas diferentes silagens de cana-de-
açúcar avaliadas em diferentes dias após abertura dos silos.
Na Tabela 2 e Figura 6 observa-se que as silagens inoculadas apresentaram
maiores valores de MS (+7,66% na silagem crua e +8,77% na silagem queimada) em
relação aos seus controles (P<0,05). No caso da silagem queimada, da mesma forma
que nas contagens das leveduras, a possível mudança no perfil de carboidratos
solúveis provocado pela queima pode ter influenciado indiretamente o teor de MS,
através da ação do L. buchneri sobre as leveduras.
Resultados similares foram encontrados por SIQUEIRA et al. (2009). Os
autores analisaram o efeito da queima e do tratamento com aditivos químicos e
3.5
3.7
3.9
4.1
4.3
4.5
4.7
4.9
5.1
5.3
0 21 49 77 105
pH
Tempo (dias)
CC CI CQ CQI
25
inoculantes microbiológicos, tais como o Lactobacillus buchneri na ensilagem da cana-
de-açúcar, observando maiores valores de MS quando a cana-de-açúcar foi inoculada
com L. buchneri. Os valores de MS foram de 27,4 e 31,9%, para as silagens de cana-
de-açúcar cruas e queimadas respectivamente. Para as silagens de cana-de-açúcar
queimada os valores foram de 29,2 % para a não inoculada e 33,4 % para a inoculada.
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
Figura 6. Variação temporal dos valores de matéria seca nas diferentes silagens
de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes dias após abertura dos silos.
Não houve diferença significativa entre as silagens crua e queimada, porém
SIQUEIRA et al. (2009) observaram maiores teores de MS na silagem de cana-de-
açúcar queimada, apesar de encontrar menores teores de MS na cana-de-açúcar
queimada. Segundo o autor a queima provoca uma redução na quantidade de palha e
folhas, que consequentemente aumenta a proporção de colmos, diminuindo dessa
forma o teor de MS no material antes da ensilagem. Utilizando a mesma justificativa
BERNARDES et al. (2007) verificaram declínio na concentração de MS (3,75 %), na
silagem de cana-de-açúcar queimada em relação a silagem de cana-de-açúcar crua.
18.0
19.0
20.0
21.0
22.0
23.0
24.0
25.0
26.0
27.0
0 21 49 77 105
Matéria seca
(%)
CC CI CQ CQI
Tempo
(dias)
26
Não houve diferenças significativas entre os valores de PB (P>0,05) (Tabela 2),
porém SIQUEIRA et al. (2008) constataram um aumento no teor desse parâmetro na
cana-de-açúcar que sofreu queima (+15,38 %), atribuindo-se ao menor teor de PB
encontrado nas palhas, a qual é eliminada durante a queima. BERNARDES et al. 2007
também verificaram que a queima da cana-de-açúcar antes da ensilagem promoveu
discreto acréscimo no valor de PB.
Verificou-se uma diminuição no teor de PB em todas as silagens durante o
período de exposição aeróbia (P<0,05) (Figura 7). Contraditoriamente houve um
decréscimo no teor de N-NH
3
durante o desabastecimento dos silos (P<0,05) (Figura 8).
Esperava-se um acréscimo no teor do mesmo em vista da redução nos teores de PB, já
que o aumento do teor de N-NH
3
é um indício da ocorrência de proteólise. Nesse caso
a análise das perdas por nitrogênio amoniacal é muito inconsistente, já que o mesmo
pode-se ter perdido por volatilização (McDONALD et al. 1991).
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
Figura 7. Variação temporal dos teores de proteína bruta nas diferentes silagens
de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes dias após abertura dos silos.
3.70
3.90
4.10
4.30
4.50
4.70
4.90
5.10
0 21 49 77 105
Proteína bruta
(%)
Tempo (dias)
CC CI CQ CQI
27
(CC) Cana-de-açúcar crua sem aditivo; (CI) Cana-de-açúcar crua inoculada com L. buchneri; (CQ) Cana-de-açúcar queimada sem
aditivo; (CQI) Cana-de-açúcar queimada e inoculada com
L. buchneri.
Figura 8. Variação temporal dos teores de nitrogênio amoniacal (N-NH
3
) nas
diferentes silagens de cana-de-açúcar avaliadas em diferentes dias após abertura
dos silos.
4.3. Parâmetros microbiológicos e químicos nas diferentes alturas de coleta
Os valores dos diferentes parâmetros microbiológicos e químicos das silagens
nas duas profundidades de coleta encontram-se na Tabela 3. Observou-se menores
valores de pH (0,2 unidade), com consequente menor desenvolvimento microbiano e
degradação protéica na camada inferior (P<0,05). Acredita-se que a fermentação foi
influenciada pelas condições de anaerobiose, principalmente na fase fermentativa, dado
que as camadas mais superficiais do silo possuem uma menor condição de
anaerobiose devido à maior dificuldade de compactação. Essa condição possivelmente
gerou uma fermentação menos eficiente quando comparada ao centro do painel, com
consequente redução na produção de ácidos, maior pH e menor efeito antimicrobiano.
Houve um maior teor de MS na camada superficial (P<0,05), atribuindo-se esse valor a
maior perda de água encontrada normalmente nas camadas mais próximas a
superfície.
2.20
2.40
2.60
2.80
3.00
3.20
3.40
3.60
0 21 49 77 105
N-NH
3
(% N total)
Tempo (dias)
CC CI CQ CQI
28
Tabela 3. Efeito da profundidade nos parâmetros microbianos e químicos das
silagens de cana-de-açúcar avaliadas após abertura dos silos.
Profundidades
Parâmetros avaliados Superfície Centro CV (%)
*
Leveduras (logUFC/g) 5,30 a 5,04 b 3,57
Fungos filamentosos (logUFC/g) 2,67 a 2,48 b 6,62
Bacillus (logUFC/g) 5,71 a 5,53 b 3,49
pH 4,79 a 4,59 b 4,33
PB (%) 4,35 a 4,33 a 10,10
N-NH
3
(%) 3,05 a 2,47 b 11,56
MS (%) 24,33 a 22,96 b 5,71
* CV= Coeficiente de variância
a, b
Médias seguidas da mesma letra não diferem (P<0,05) pelo teste Tukey
Não há na literatura trabalhos relatando o efeito da profundidade nos diferentes
parâmetros microbiológicos e químicos em silagens de cana-de-açúcar, porém
encontramos alguns estudos relacionados, em outras espécies forrageiras.
GUIM et al. (2002) avaliando o efeito de um inoculante microbiano sobre a
estabilidade aeróbica de silagens de capim-elefante (Pennisetum purpureum, Schum)
pré-seco em três diferentes profundidades, verificaram menores valores de N-NH
3
e
maiores valores de pH e contagem de leveduras nas camadas mais superficiais em
relação à camada mais profunda. Segundo os autores a camada superficial tem maior
velocidade de deterioração durante a exposição ao ar, que aparece como reflexo do
padrão de fermentação durante a anaerobiose.
Em estudo recente, VISSERS et al. (2007) constataram maiores valores de pH,
contagens de fungos filamentosos, leveduras e bactérias ácido-butíricas nas camadas
superiores em silagens de milho produzidas na Holanda. Os autores constataram que
as altas concentrações de bactérias ácido-butíricas na superfície e nas áreas com baixa
densidade resultam da deterioração aeróbia por leveduras e fungos filamentosos.
29
Segundo BORREANI et al. (2002) citado por BERNARDES (2006) as áreas
mais próximas a atmosfera são naturalmente mais susceptíveis a infiltração de ar
devido à maior porosidade da massa e aos materiais utilizados na cobertura.
4.4. Fungos filamentosos associados à ensilagem de cana-de-açúcar
A frequência dos gêneros de fungos filamentosos identificados nas diferentes
silagens de cana-de-açúcar, avaliadas em diferentes períodos de aeração, está
apresentada nas Figuras 9, 10, 11 e 12. As silagens de cana-de-açúcar apresentaram
após sua abertura os fungos filamentosos dos gêneros Aspergillus, Penicillium,
Trichoderma, Rhizopus e Neurospora.
Asp = Aspergillus, Pen = Penicillium, Tri = Trichoderma, Rhi = Rhizopus, Neu = Neurospora
Figura 9 – Frequência dos gêneros de fungos filamentosos identificados na
silagem de cana-de-açúcar, avaliada em diferentes períodos de aeração.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
0 21 49 77 105
Frequência
(%)
Tempo (dias)
Superfície
Centro
30
Asp = Aspergillus, Pen = Penicillium, Tri = Trichoderma, Rhi = Rhizopus, Neu = Neurospora
Figura 10 - Frequência dos gêneros de fungos filamentosos identificados na
silagem de cana-de-açúcar inoculada, avaliada em diferentes períodos de
aeração.
Asp = Aspergillus, Pen = Penicillium, Tri = Trichoderma, Rhi = Rhizopus, Neo = Neurospora
Figura 11 - Frequência dos gêneros de fungos filamentosos identificados na
silagem de cana-de-açúcar queimada, avaliada em diferentes períodos de
aeração.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
0 21 49 77 105
Frequência
(%)
Tempo (dias)
Superfície
Centro
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
0 21 49 77 105
Frequência
(%)
Tempo (dias)
Superfície
Centro
31
Asp = Aspergillus, Pen = Penicillium, Tri = Trichoderma, Rhi = Rhizopus, Neu = Neurospora
Figura 12 - Frequência dos gêneros de fungos filamentosos identificados na
silagem de cana-de-açúcar queimada e inoculada, avaliada em diferentes
períodos de aeração.
Segundo MUCK & SHINNERS (2001) os fungos filamentosos mais encontrados
em silagens são os dos gêneros Fusarium, Penicillium e Aspergillus e os principais
substratos utilizados pelos microrganismos são os ácidos orgânicos, o etanol e os
açúcares solúveis residuais, resultando em aumento do pH, redução na digestibilidade
e no conteúdo de energia da silagem. Paralelamente esses microrganismos podem
produzir micotoxinas, principalmente em silagens onde há penetração de ar, que podem
causar doenças aos animais, quando ingeridas (MAHANNA, 1994).
Diversas pesquisas conduzidas no exterior têm analisado a microbiota fúngica
de silagens após abertura, porém poucos fazem referência à ensilagem de cana-de-
açúcar. DALFRE et al. (2007) constataram a presença de fungos filamentosos dos
gêneros Oidium, Cladosporium, Fusarium, Geotrichum, Mucor, Penicillium, Aspergillus e
Rhizopus em fragmentos de folhas e colmos de canas-de-açúcar colhidas diretamente
em canaviais.
Nas figuras 9, 10, 11 e 12 observa-se um número pequeno de fungos
filamentosos associados à ensilagem, apesar da cana-de-açúcar apresentar uma vasta
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
Asp
Pen
Tric
Rhi
Neu
0 21 49 77 105
Frequência
(%)
Tempo (dias)
Superfície
Centro
32
variedade de gêneros quando encontra-se no campo (DALFRE et al. 2007). Acredita-
se, portanto, que o processo de fermentação determinou a seleção de fungos
filamentosos adaptados a esse processo.
Observou-se uma tendência a diminuição na frequência dos fungos
filamentosos durante o período de exposição. Diferentemente dos dados encontrados
neste trabalho, SCHOCKEN-ITURRINO et al. (2005) registraram aumento na ocorrência
dos fungos filamentosos Penicillium, Fusarium e Pithomyces com o prolongamento da
exposição ao ar, em silagens de capim-Tifton 85. Segundo os autores a presença de
oxigênio permitiu o desenvolvimento dos microrganismos tolerantes a pH ácido, como
os fungos filamentosos, previamente inibidos pela anaerobiose. Estes ainda ressaltam
que, durante o desenvolvimento dos fungos filamentosos, ocorre utilização do ácido
lático e consequente elevação do pH, fato observado em seu trabalho.
No presente estudo, apesar do aumento no pH após abertura das silagens
(Figura 5), o mesmo não foi suficiente para promover um desenvolvimento progressivo
dos fungos filamentosos. Possivelmente esses microrganismos podem ter sidos inibidos
pela competição por substratos com as leveduras e pela possível presença de etanol.
Ressalta-se que no neste caso, a deterioração no pós-abertura foi dominada pela ação
das leveduras (Figuras 2, 3 e 4).
Apesar de constatar-se a presença de Penicillium e Aspergillus, não foi possível
a detecção de outros fungos filamentosos patogênicos produtores de micotoxinas tais
como Fusarium, Pithomyces, Alternaria, Claviceps e Stachybotrys (BELÉM, 1994).
Considerando apenas esse aspecto, as silagens apresentaram uma boa qualidade
sanitária.
Ocorreu uma maior frequência de fungos filamentosos na superfície quando
comparada ao centro do painel. Acredita-se que a fermentação bem como as condições
de aerobiose exerceram efeito micostático. Observa-se que no 21º dia após abertura
ocorreu uma diminuição geral nas frequências dos fungos filamentosos isolados,
oscilando até o 105º dia. Semelhantemente ao verificado nas contagens, a provável alta
concentração de etanol pode ter exercido um efeito supressor também sobre os fungos
filamentosos.
33
Os bons resultados encontrados neste trabalho no tocante ao efeito do
inoculante na população de leveduras e consequentemente na perda de MS, poderão
dar suporte a maiores estudos para avaliar se o mesmo é suficiente para promover um
melhor retorno financeiro, seja por meio da redução de perdas com ensilagem e/ou
queima ou melhora no desempenho animal.
5. CONCLUSÕES
O inoculante exerceu um efeito redutor na população de leveduras e na perda
de MS sendo esse efeito potencializado pela queima da cana-de-açúcar.
A deterioração das diferentes silagens no pós-abertura, independente do
tratamento, foi dominada pela ação das leveduras.
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