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ROSIANE NICKEL
AVALIAÇÃO DA ÁGUA BORICADA PARA APLICAÇÕES
OFTALMOLÓGICAS
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-graduação em Tecnologia em Saúde
da PUCPR como requisito parcial para
obtenção do título de Mestre em
Tecnologia em Saúde.
CURITIBA
2005
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ROSIANE NICKEL
AVALIAÇÃO DA ÁGUA BORICADA PARA APLICAÇÕES
OFTALMOLÓGICAS
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-graduação em Tecnologia em Saúde
da PUCPR como requisito parcial para
obtenção do título de Mestre em
Tecnologia em Saúde.
Orientador: Prof. Dr. Percy Nohama
Banca Examinadora:
Orientador e Presidente da banca:
Prof. Dr. Percy Nohama
Examinadores:
Prof. Dr. Márcio Labastie – FIOCRUZ/ INCQS
Prof. Dr. Joaquim Miguel Maia – CEFETPR
Profa. Dra. Elisangela Ferretti Manffra – PUCPR
CURITIBA
2005
ii
Nickel, Rosiane
N632a Avaliação da água boricada para aplicações oftalmológicas / Rosiane
2005 Nickel ; orientador, Percy Nohama. -- 2005.
xiv, 152 f. : il. ; 30 cm
Dissertação (mestrado) -- Pontifícia Universidade Católica do Paraná,
Curitiba, 2005
Inclui bibliografia
1. Ácido bórico. 2. Oftalmologia. 3. Medicamentos – Efeitos colaterais.
I. Nohama, Percy. II. Pontifícia Universidade Católica do Paraná. Programa
de Pós-Graduação em Tecnologia em Saúde. III. Título.
CDD 20.ed. -- 615.19
617.7
615.1
iii
Agradecimentos
Ao meu orientador Professor Percy Nohama, pelos ensinamentos, sugestões
amizade e parceria no desenvolvimento deste trabalho.
À amiga e Professora Wanda Moscalewski Abrahão, pelo apoio e auxílio para a
realização deste trabalho.
À grande amiga Marisa de Moura Souza Luz, pelos ensinamentos que muito
contribuíram para o desenvolvimento dos ensaios microbiológicos.
À amiga de todas as horas, Niza Helena de Almeida, pelas idéias, contribuição
profissional e companheirismo.
Aos meus pais, que me apoiaram e compreenderam os momentos de minha
ausência.
Ao Laboratório Central do Estado do Paraná, pela colaboração para a realização
deste trabalho.
iv
v
SUMÁRIO
Lista de Figuras ................................................................................................ ix
Lista de Tabelas ...............................................................................................
.
xi
Lista de Abreviaturas e Símbolos ..................................................................
.
xii
RESUMO ...........................................................................................................
.
xiii
ABSTRACT .......................................................................................................
.
xiv
1 INTRODUÇÃO .............................................................................................. 1
1.1 MOTIVAÇÃO ......................................................................................... 1
1.2 OBJETIVOS .......................................................................................... 3
1.3 JUSTIFICATIVA .................................................................................... 4
1.4 ESTRUTURA DA DISSERTAÇÃO ....................................................... 5
2 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA .................................................................... 7
2.1 ANATOMIA E FISIOLOGIA DO OLHO ................................................. 7
2.2 DOENÇAS OCULARES ........................................................................ 10
2.3 ÁGUA BORICADA ................................................................................ 16
2.4 ÁCIDO BÓRICO .................................................................................... 17
2.5 PREPARAÇÕES OFTÁLMICAS ........................................................... 24
2.5.1 Esterilidade ................................................................................ 26
2.5.2 Conservantes ............................................................................. 28
2.5.3 pH ............................................................................................... 33
2.5.4 Contaminação Microbiana ......................................................... 35
2.5.5 Embalagens para as Preparações Oftálmicas ........................... 38
2.5.6 Rotulagem ................................................................................. 40
2.6 MICRORGANISMOS ............................................................................ 41
2.6.1 Salmonella ................................................................................. 42
2.6.2 Estafilococos .............................................................................. 42
2.6.3 Pseudomonas ........................................................................... 44
2.6.4. Bacillus subtilis ........................................................................... 48
2.6.5 Fungos ....................................................................................... 48
2.7 METODOLOGIA ................................................................................... 51
vi
2.7.1 Condições Microbiológicas ........................................................ 51
2.7.1.1 Contagem de viáveis totais .......................................... 51
2.7.1.2 Pesquisa de patógenos ................................................ 54
2.7.2 Parâmetros Físico-Químicos ...................................................... 56
2.7.2.1 Aspecto ........................................................................ 56
2.7.2.2 Determinação de pH .................................................... 56
2.7.2.3 Teor de ácido bórico .................................................... 57
2.7.3 Teste de Eficácia Antimicrobiana ................................................ 57
3 MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................ 59
3.1 PROTOCOLOS DE INVESTIGAÇÃO ................................................... 59
3.1.1 Protocolo de Investigação Aplicado à População....................... 59
3.1.2 Protocolo de Investigação Aplicado nas Farmácias
e Drogarias ........................................................................................... 60
3.2 AMOSTRAS .......................................................................................... 61
3.3 EQUIPAMENTOS E INSTRUMENTOS ................................................ 63
3.3.1 Ensaios Físico-Químicos ........................................................... 64
3.3.2 Ensaios Microbiológicos ............................................................. 64
3.4 REAGENTES E SOLUÇÕES ................................................................ 66
3.5 MICRORGANISMOS DE REFERÊNCIA .............................................. 66
3.6. MEIOS DE CULTURA ........................................................................... 66
3.7 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS NAS AMOSTRAS ................... 67
3.7.1 Avaliação da Embalagem .......................................................... 68
3.7.2 Avaliação da Rotulagem ............................................................. 68
3.7.3 Ensaios Microbiológicos ............................................................. 68
3.7.3.1 Verificação da capacidade inibitória ............................. 69
3.7.3.2 Contagem de viáveis totais .......................................... 70
3.7.3.3 Pesquisa de patógenos ................................................ 72
3.7.4 Ensaios físico-químicos ............................................................. 73
3.7.4.1 Aspecto ......................................................................... 73
3.7.4.2 Determinação do pH .................................................... 74
3.7.4.3 Teor de ácido bórico ..................................................... 74
3.8 TESTE DE EFICÁCIA ANTIMICROBIANA ........................................... 75
vii
3.8.1 Preparo do Inóculo ..................................................................... 76
3.8.2 Procedimento ............................................................................ 77
3.8.3 Expressão dos resultados da análise ........................................ 79
3.8.4 Critério para a eficácia antimicrobiana ...................................... 80
4 RESULTADOS .............................................................................................. 81
4.1 PROTOCOLOS DE INVESTIGAÇÃO .................................................. 81
4.1.1 Protocolo de Investigação Aplicado à População .......................... 81
4.1.2 Protocolo de Investigação Aplicado nas Farmácias e Drogarias .. 87
4.2 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS NAS AMOSTRAS ................... 92
4.2.1 Avaliação da Embalagem .......................................................... 93
4.2.2 Avaliação da Rotulagem ............................................................ 94
4.2.2.1 Formulação .................................................................. 94
4.2.2.2 Prazo de validade ........................................................
96
4.2.2.3 Indicações de uso e outras informações ......................
97
4.2.3. Ensaios Microbiológicos ............................................................
98
4.2.3.1 Contagem de viáveis totais ..........................................
98
4.2.3.2 Pesquisa de patógenos ...............................................
100
4.2.4 Ensaios Físico-Químicos ............................................................
100
4.2.4.1 Aspecto ........................................................................
100
4.2.4.2 Determinação do pH .................................................... 100
4.2.4.3 Teor de ácido bórico .................................................... 101
4.3 TESTE DE EFICÁCIA ANTIMICROBIANA ........................................... 101
5 DISCUSSÃO ................................................................................................. 111
5.1 PROTOCOLOS DE INVESTIGAÇÃO .................................................. 111
5.2 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS ................................................ 112
5.2.1 Avaliação da Embalagem e Rótulo ............................................ 112
5.2.2 Análise Microbiológica ............................................................... 117
5.2.3 Ensaios Físico-químicos ............................................................. 120
5.3 EFICÁCIA ANTIMICROBIANA .............................................................. 121
5.4 AVALIAÇÃO DAS AMOSTRAS ANALISADAS COM OS
RESULTADOS DO TESTE DE EFICÁCIA ANTIMICROBIANA .................. 122
viii
6 CONCLUSÕES .............................................................................................. 125
6.1 TRABALHOS FUTUROS ...................................................................... 127
REFERÊNCIAS ................................................................................................. 129
ANEXOS ........................................................................................................... 143
ix
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Estrutura do olho humano ................................................................
.
7
Figura 2. Fotografia de olho afetado por conjuntivite bacteriana, mostrando
a dilatação dos vasos....................................................................... 12
Figura 3. Fotomicrografia de A.niger, colorido com eosina e hematoxilina ..... 49
Figura 4. Distribuição dos fabricantes de Água Boricada em alguns Estados
do Brasil............................................................................................. 62
Figura 5.
Fotografia das amostras de Água Boricada produzidas em
laboratório .......................................................................................
76
Figura 6. Esquema de fracionamento das amostras de Água Boricada
produzidas em laboratório ............................................................... 78
Figura 7. Fotografia do fluxo laminar contendo material para a execução do
teste de eficácia antimicrobiana ....................................................... 78
Figura 8. Esquema de diluição das amostras e distribuição nas placas para
o teste de eficácia antimicrobiana ....................................................
.
79
Figura 9. Distribuição proporcional do sexo da população entrevistada .........
.
81
Figura 10. Distribuição proporcional da naturalidade dos entrevistados ........... 82
Figura 11. Faixa etária da população entrevistada ............................................ 82
Figura 12. Grau de escolaridade dos entrevistados .......................................... 83
Figura 13. Frequência das respostas de conhecimento e uso da Água
Boricada .......................................................................................... 83
Figura 14. Distribuição proporcional do conhecimento do uso da Água
Boricada .......................................................................................... 84
Figura 15. Distribuição proporcional da utilização da Água Boricada ............... 85
Figura 16. Distribuição proporcional da forma de utilização da Água Boricada 85
Figura 17. Distribuição proporcional do local de aplicação da Água Boricada .. 86
Figura 18. Frequência da forma de aquisição da Água Boricada ..................... 86
Figura 19. Frequência da obtenção do resultado esperado com o uso da
Água Boricada ................................................................................. 87
Figura 20. Distribuição dos estabelecimentos pesquisados na Cidade de
Curitiba ............................................................................................ 88
x
Figura 21. Frequência da caracterização das farmácias e drogarias
entrevistadas.................................................................................... 89
Figura 22. Frequência da função no estabelecimento de quem respondeu ao
questionário ..................................................................................... 89
Figura 23. Frequência dos estabelecimentos que vendem Água Boricada da
mesma marca .................................................................................. 90
Figura 24. Frequência dos motivos das farmácias e drogarias para comprar
Água Boricada sempre da mesma marca......................................... 90
Figura 25. Frequência dos motivos expostos pelos estabelecimentos para nã
o
efetuar a compra da Água Boricada sempre da mesma marca ....... 91
Figura 26. Frequência do motivo das vendas do produto nos
estabelecimentos ............................................................................ 92
Figura 27. Distribuição proporcional dos fatores que influenciam na venda da
Água Boricada .................................................................................. 92
Figura 28. Prazo de validade das amostras de Água Boricada ......................... 96
Figura 29.
Fotografia da contagem de bolores e leveduras na amostra 34 ......
.
98
Figura 30. Fotografia do resultado do teste de eficácia antimicrobiana aos 14
dias, para a cepa de C. albicans nas amostras de Água Boricada
produzidas em laboratório ................................................................ 103
Figura 31. Fotografia do resultado do teste de eficácia antimicrobiana aos 28
dias, para a cepa de A. niger nas amostras de Água Boricada
produzidas em laboratório ............................................................... 104
Figura 32. Fotografia do resultado do teste de eficácia antimicrobiana aos 14
dias, para as cepas de Pseudomonas aeruginosa,
Staphylococcus aureus e Escherichia coli nas amostras de Água
Boricada produzidas em laboratório ................................................ 104
Figura 33. Redução do crescimento das cepas de S. aureus, P. aeruginosa e
E. coli (em número de log) nas amostras de Água Boricada
produzidas no laboratório e contaminadas artificialmente .............. 105
Figura 34. Redução do crescimento das cepas de A. niger, C. albicans e B.
subtillis (em número de log) nas amostras de Água Boricada
produzidas no laboratório e contaminadas artificialmente .............. 106
xi
LISTA DE TABELAS
Tabela 1.
Modelo do protocolo de investigação aplicado à população ............
60
Tabela 2.
Modelo do protocolo de investigação aplicado em farmácias e
drogarias ...........................................................................................
61
Tabela 3. Relação dos fabricantes de Água Boricada, Estados e amostras .... 63
Tabela 4. Relação dos equipamentos e instrumentos utilizados nos ensaios
físico-químicos .................................................................................. 64
Tabela 5. Relação dos equipamentos e instrumentos utilizados nos ensaios
microbiológicos ................................................................................. 65
Tabela 6. Relação dos reagentes e soluções utilizados nos ensaios
analíticos ........................................................................................... 66
Tabela 7. Relação dos meios de cultura utilizados nos ensaios
microbiológicos ................................................................................. 67
Tabela 8. Características das amostras de Água Boricada produzidas em
laboratório ....................................................................................... 75
Tabela 9.
Requisitos para reativação dos microrganismos .............................
77
Tabela 10.
Critérios para a eficácia antimicrobiana ...........................................
80
Tabela 11. Tipos de frascos das amostras de Água Boricada ........................... 93
Tabela 12. Volume nominal declarado das amostras ......................................... 94
Tabela 13. Formulação das amostras de Água Boricada ................................... 95
Tabela 14. Prazos de validade das amostras de Água Boricada ....................... 96
Tabela 15.
Resultados da contagem de viáveis totais nas amostras de Água
Boricada ...........................................................................................
.
99
Tabela 16. Aspecto das amostras de Água Boricada ......................................... 100
Tabela 17. Valores de pH e concentração de ácido bórico nas amostras de
Água Boricada .................................................................................. 102
Tabela 18. Resultados do teste de eficácia antimicrobiana nas amostras de
Água Boricada produzidas em laboratório......................................... 107
Tabela 19. Redução do inóculo inicial, em número de log, no teste de eficácia
antimicrobiana nas amostras de Água Boricada produzidas em
laboratório.......................................................................................... 108
xii
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
% Percentagem
< Menor
> Maior
A.
Aspergillus
AIDS Síndrome de Imunodeficiência Adquirida
ATCC
American Type Culture Collection
B.
Bacillus
BP
British Pharmacopoea
C.
Candida
CoNS Staphylococcus coagulase negativa
Dc Depois de Cristo
E.
Escherichia
F. BRAS. IV Farmacopéia Brasileira 4ª Edição
FDA
Food and Drug Adminstration
g Grama
h Hora
INCQS Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde
JP XIV
The Japanese Pharmacopoeia 14
th
Edition
mg Miligrama
min Minuto
ml Mililitro
N Normal (normalidade da solução)
NMP Número Mais Provável
ºC Graus Celsius
P.
Pseudomonas
p.a. Para análise
p/v Peso por volume
pH Potencial hidrogeniônico
qsp Quantidade suficiente para
QTE Quantidade
RDC Resolução de Diretora Colegiada
s Segundo
S.
Staphylococcus
SI Solução indicadora
SV Solução volumétrica
sp. Espécie
SR Sem Redução
UFC Unidade Formadora de Colônia
USP 25
The United States Pharmacopea 25
th
Edition
xiii
RESUMO
A Água Boricada é uma solução de ácido bórico, não estéril, com várias indicações
terapêuticas, inclusive para aplicações oftalmológicas. Entretanto, as monografias
oficiais requerem que as preparações farmacêuticas de uso oftálmico sejam estéreis,
face aos riscos de soluções apresentando contaminação microbiana
desencadearem sérias infecções nos olhos dos usuários. Com a finalidade de
verificar o nível de consumo e a comercialização do produto, foram aplicados dois
protocolos de investigação: um para a população e o outro em farmácias e
drogarias. Objetivando avaliar a Água Boricada utilizada para aplicações
oftalmológicas e os riscos a que os usuários estão expostos, foram analisadas 47
amostras, de 25 fabricantes distribuídos em 7 estados brasileiros, avaliando as
embalagens (tipo de material, inviolabilidade, volume), rotulagem (prazo de validade,
formulação, indicações de uso e outras informações relevantes), execução de
ensaios microbiológicos (contagem de viáveis totais e pesquisa de patógenos) e
físico-químicos (aspecto, pH e teor de ácido bórico). Foi, ainda, avaliada a eficácia
antimicrobiana intrínseca da Água Boricada, em 4 amostras preparadas em
laboratório (com água destilada e deionizada, em pH ácido e neutro). Os protocolos
de investigação comprovaram que a Água Boricada é utilizada principalmente para
aplicação oftalmológica e que um grande número de estabelecimentos vende o
produto. Os procedimentos experimentais mostraram diferenças relevantes nas
embalagens e nas informações constantes nos rótulos dos produtos avaliados,
sendo que 63,83% das amostras analisadas deixaram de cumprir com um ou mais
requisitos requeridos para as soluções de uso oftálmico. O teste de eficácia
antimicrobiana mostrou diferenças significativas entre as 4 amostras produzidas em
laboratório. Diante dos resultados, torna-se necessário regulamentar a fabricação e
comercialização do medicamento em questão para aplicações oftalmológicas, visto
que os usuários estão expostos aos riscos de utilizarem um produto apresentando
contaminação microbiana e, consequentemente, de desenvolverem uma infecção
ocular, com graves consequências.
PALAVRAS CHAVE: ácido bórico, medicamento, oftalmologia, pH
xiv
ABSTRACT
Boric acid solution can be presented as non-sterile solution, whose ophthalmic
application is one of several others. However, according to pharmacopoeial
monographs, solutions for ophthalmic use have to be sterile, for preventing the risk of
serious ophthalmic infections. In order to verify the consumption level and the product
commerce, two investigation protocols were applied, either for consumers or
pharmacies and drugstores. To evaluate the quality of boric acid solution for
ophthalmic use and its risks for the users, 47 samples were analyzed, from 25
manufacturers distributed in 7 Brazilian States, evaluating requirements such as
packaging (material, inviolability, volume contained), labeling (period of validity,
formulation, therapeutic indications and any other relevant information),
microbiological tests (counting of total viable cells and pathogens research),
physiochemical (pH and content of boric acids) and visual aspect (clarity). Intrinsic
antimicrobial activity was also evaluated on 4 samples prepared in the laboratory
(using distilled and deionized water, either in acid or neutral medium). Investigation
protocols indicated that boric acid solution is a very popular drug for ophthalmic use,
largely merchandised in Brazil. Relevant differences were shown in packaging and
labeling of the products; 63,83% of the analyzed samples presented non-conformity
to one or more pharmacopoeial requirements for ophthalmic solutions. Significant
differences were evidenced among the 4 samples produced at the laboratory for
antimicrobial activity. These results point out the need of controlling the production
and commerce of boric acid solutions, since the use of non-conformity products
present a serious risk of ocular damage.
KEY WORDS: boric acids, drugs, ophthalmologic, pH
1 INTRODUÇÃO
A Água Boricada é uma solução aquosa de ácido bórico não estéril,
encontrada no comércio, normalmente, nas concentrações de 2% e 3%. É um
produto farmacopéico (na concentração de 3%), inscrito na 1ª Edição da
Farmacopéia
1
Brasileira (Silva, 1926), sendo, então, isento de registro, conforme
Legislação Sanitária Vigente: Resolução RDC
2
Nº 132/2003 (Brasil, 2003).
O produto é utilizado popularmente, com várias indicações terapêuticas,
conforme comprovado nos rótulos dos produtos existentes no mercado brasileiro,
dentre elas: conjuntivites, ferimentos, furúnculos, limpeza dos bicos de seios antes
da amamentação, entre outros. Pode ser aplicada na forma de compressas ou
lavagens, inclusive ocular e pós-cirúrgica. Todavia, a Resolução RDC 277/2002
(Brasil, 2002) determina que apenas as formulações a 2% podem ser utilizadas para
aplicação oftalmológica.
1.1 MOTIVAÇÃO
As monografias oficiais, Farmacopéia Brasileira
3
(1988), Farmacopea
Europea (1988), The Japanese Pharmacopoeia
4
(2001), Farmacopeia Portuguesa
(2002), British Pharmacopoeia
5
(2002), The United States Pharmacopea
6
(2002),
determinam que as preparações oftálmicas devem ser estéreis, enquanto nas
demais preparações para uso tópico é aceitável um limite de microrganismos
viáveis.
As preparações de uso oftalmológico, apesar de não serem introduzidas em
uma cavidade corporal interna, entram em contato com tecidos que são muito
sensíveis à contaminação (Lachman, Lieberman e Kanig, 2001), principalmente
1
O termo farmacopéia vem do grego pharmakon, que significa “fármaco” e poiein, que significa
“fazer” (Ansel, Popovich e Allen Jr., 2000). As farmacopéias são códigos farmacêuticos oficiais ou
oficialmente adotados, os quais estabelecem a identificação, padrões de qualidade e métodos de
análise dos fármacos (F. BRAS. IV, 1988).
2
A sigla RDC significa Resolução de Diretoria Colegiada.
3
A Farmacopéia Brasileira (1988) passará a ser citada pela sua sigla oficial: F. BRAS. IV.
4
A The Japanese Pharmacopoeia (2001) passará a ser citada pela sua sigla oficial: JP XVI.
5
A British Pharmacopoeia (2002) passará a ser citada pela sua sigla oficial: BP.
6
A The United States Pharmacopea (2002) passará a ser citada pela sua sigla oficial: USP 25.
2
quando há traumatismo no globo ocular, devido a um acidente, alguma patologia ou
devido à cirurgia. A utilização de preparações oftálmicas que não tenham cumprido
com padrões de qualidade, poderá ocasionar sérios danos ao usuário, inclusive
cegueira, devendo, então, as preparações oftálmicas obedecer a determinados
requisitos, como: esterilidade, pH adequado, limpidez (no caso de soluções) e
precisão da composição (Prista, Alves e Morgado, 1996).
É importante verificar o valor do pH, face à sua importância no tratamento
terapêutico, pois determina a eficácia do produto e o grau de irritação que pode
ocasionar nos olhos (Korolkovas e Burckhalter, 1982; Prista, Alves e Morgado,
1990).
Ultrapassando as barreiras defensivas do organismo, as preparações
oftálmicas, além de estarem isentas de contaminação microbiana, não devem conter
produtos tóxicos. Desta forma, a seleção dos componentes da formulação e o
processo de fabricação devem ser realizados de modo a evitar contaminação física,
química e microbiológica (Lachman, Lieberman e Kanig, 2001).
Como na monografia da Água Boricada não consta indicação para uso
oftálmico e não há exigência de esterilidade (Silva, 1926), os cuidados envolvidos na
sua fabricação não são tão rígidos, como o tipo de água utilizada no processo, o
grau de contaminação das matérias-primas, o grau de higienização dos frascos para
acondicionamento do produto, entre outros. No processo de fabricação da Água
Boricada não são utilizadas técnicas assépticas que permitam a obtenção de um
produto estéril e o mesmo não passa por nenhum processo de esterilização. Desta
forma, o produto pode conter uma carga microbiana considerável.
O produto é utilizado por usuários de lentes de contato e também para o
cuidado das lentes. Segundo Mims et al. (1999), o uso excessivo das lentes de
contato pode reduzir os mecanismos de defesa dos olhos, permitindo a instalação
de patógenos. Os autores alertam que a utilização de preparações oftálmicas ou das
soluções de limpeza de lentes contaminadas constitui uma via de transmissão direta
de muitas bactérias.
A Água Boricada é recomendada para uso oftálmico após cirurgia de catarata
(Schaefer, 2003) e após blefaroplastia (Freitas, 2004). O produto torna-se de risco,
pois, de acordo com as indicações apresentadas, entra em contato com mucosas, as
quais podem apresentar quebra no epitélio corneal, facilitando a entrada de
possíveis microrganismos existentes no produto.
3
Comercializada em todo o país, a Água Boricada é adquirida principalmente
para uso oftalmológico e não é exigida a sua esterilidade, apesar de que as
farmacopéias determinam que todos os produtos aplicados nos olhos sejam estéreis.
Por isso, a pesquisa descrita nesta dissertação é de interesse em Saúde Pública,
através da qual mostram-se as condições microbiológicas de amostras de Água
Boricada que estão sendo comercializadas, relacionando com os riscos a que os
usuários estão expostos ao utilizar um produto oftalmológico não estéril.
1.2 OBJETIVOS
O presente trabalho teve como objetivo geral avaliar a Água Boricada utilizada
para aplicações oftalmológicas e os possíveis riscos a que os usuários estão
expostos.
Para atingir o objetivo geral, foram realizadas as seguintes etapas:
1. verificar o nível de consumo e utilização da Água Boricada pela população, a
forma mais frequente de aplicação do produto e como o usuário chegou até o
produto;
2. avaliar a comercialização do produto pelas farmácias e drogarias, objetivando
constatar a frequência de estabelecimentos que vendem o produto, se algum
fator influencia na venda e qual a principal forma de venda (receituário
médico, pedido do cliente, indicação no balcão);
3. avaliar as embalagens e as informações constantes na rotulagem dos
produtos adquiridos;
4. realizar ensaios microbiológicos na Água Boricada comercializada no Brasil;
5. medir o pH das amostras;
6. determinar o teor de ácido bórico nas amostras;
7. relacionar os resultados dos procedimentos experimentais ao uso da Água
Boricada em aplicações oftalmológicas; e
8. verificar a possível eficácia antimicrobiana do produto.
4
1.3 JUSTIFICATIVA
A Água Boricada é bastante consumida pela população, principalmente na
conjuntivite, fato este que pode ser comprovado no surto de conjuntivite ocorrido em
2003, no Município de Caraguatatuba, em São Paulo, quando houve falta de Água
Boricada nas drogarias da Cidade, segundo notícias publicadas nos jornais da
Cidade (Litoral Virtual, 2003 a,b).
A Água Boricada quando inscrita no Formulário Médico Farmacêutico
Brasileiro (LUCAS, 1959), tinha indicação para uso “em curativos como antisséptico”,
no qual não constava indicação para uso oftálmico e também nenhuma exigência
sobre a esterilidade do produto.
Nos dias atuais, a principal aplicação deste produto é ocular, apesar de ser
um produto não estéril e a esterilidade é exigida pelas farmacopéias (F. BRAS. IV,
1988; Farmacopea Europea, 1988; BP, 2002; USP 25, 2002) para todas as
preparações oftálmicas. Na literatura, consta que a Água Boricada é frequentemente
alterada devido ao crescimento de fungos, sendo recomendado o acondicionamento
do produto em pequenas embalagens (Prista e Alves, 1973).
Desta forma, existe a possibilidade de produtos contaminados estarem sendo
comercializados, havendo, então, o risco do produto desencadear infecções
oculares graves.
O risco da utilização de preparações oftálmicas contaminadas foi descrito por
Prista, Alves e Morgado (1990): “Na realidade, é um facto [sic] incontroverso que as
soluções oftálmicas contaminadas por microrganismos podem causar lesões de
extrema gravidade ao paciente a que foram aplicadas, sendo, por vezes,
responsáveis pelos tipos mais sérios de úlceras córneas observadas na clínica.”
Torna-se necessária a avaliação da Água Boricada para aplicações
oftalmológicas, visto que esta forma de aplicação está relacionada a questões de
Saúde Pública, fornecendo subsídios para ações de Vigilância Sanitária e
embasamento para a revisão de legislações.
Não há especificações técnicas detalhadas para o produto, como, por exemplo,
a faixa de pH. Pesquisas apontam para a importância do pH, tanto para a eficácia da
capacidade antimicrobiana de conservantes quanto para o grau de virulência de
microrganismos (Bernardis et al., 1998; Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
5
É um produto pouco estudado, como pôde ser verificado durante o
levantamento bibliográfico para o desenvolvimento desta dissertação. Assim, este
trabalho vem suprir a falta de informações sobre o uso da Água Boricada em
aplicações oftalmológicas.
Esta pesquisa poderá fornecer subsídios para as ações da Agência Nacional
de Vigilância Sanitária (ANVISA), embasando cientificamente a necessidade de
rever a monografia do produto e sua legislação.
1.4 ESTRUTURA DA DISSERTAÇÃO
A presente dissertação está dividida em 6 capítulos, sendo o primeiro destinado
à introdução. No segundo consta uma revisão bibliográfica do assunto, abordando
tópicos relevantes para o desenvolvimento desta pesquisa. No terceiro é abordada a
metodologia empregada para o desenvolvimento do trabalho, no quarto estão
apresentados os resultados e no quinto as discussões. Finalizando, no sexto capítulo
são apresentadas as conclusões e sugestões para futuros trabalhos.
2 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
Neste capítulo, apresenta-se uma revisão da literatura sobre a anatomia e
fisiologia do olho, as doenças oculares, a Água Boricada, o ácido bórico, as
preparações oftálmicas, os microrganismos e a metodologia utilizada nos testes
microbiológicos, físico-químicos e de eficácia antimicrobiana.
2.1 ANATOMIA E FISIOLOGIA DO OLHO
O olho humano (figura 1) é composto pelo globo ocular, pálpebras, músculos
do globo ocular e da pálpebra superior, aponevrose de Tenon, aparelho lacrimal,
vasos e nervos da órbita (Prista, Alves e Morgado, 1995).
Figura 1 – Estrutura do olho humano.
Fonte: adaptada de Klotz et al. (2000).
A parede do globo ocular humano é composta por três camadas: externa -
fibrosa (esclera e córnea), intermediária - músculo-vascular (coróide, corpo ciliar e
íris) e nervosa (retina) e contém três meios: humor aquoso, cristalino e humor vítreo
(Prista, Alves e Morgado, 1995; Hecht, 2000).
As pálpebras são formações músculo-membranosas que se mantêm
lubrificadas e carregadas de líquido. Possuem duas funções: proteção mecânica do
esclera
íris
córnea
lentes
coróide
retina
Nervo óptico
8
globo ocular e formação de um meio ótimo para a córnea (Prista, Alves e Morgado,
1995; Hecht, 2000).
A proteção mecânica da superfície ocular é realizada por meio de duas
barreiras anatômicas, que previnem a penetração de patógenos para além da
superfície anterior do globo. A primeira é o septo orbital, um fino tecido de fibras (em
multicamadas) que divide a órbita da pálpebra em espaços pré e pós-septo e servem
como uma barreira física para prevenir infecções. A segunda é a conjuntiva (Klotz et
al., 2000).
A conjuntiva é uma membrana mucosa que cobre a face posterior das
pálpebras (conjuntiva palpebral ou tarsal), aderindo a elas intimamente, recobrindo,
também, a parte anterior do olho (conjuntiva bulbar). Esta é transparente, permitindo
a visualização da esclera (“branco do olho"). No caso de inflamação, deixa de ser
incolor, devido à dilatação dos vasos sanguíneos (Mendes, 2001a).
Além da função de proteção (recobrimento), a conjuntiva possui as seguintes
funções: mecânica (permite a livre movimentação dos globos oculares, graças às
pregas do fundo de saco); lubrificante, contribuindo para a autolubrificação e
também da córnea; e defensiva, através da formação de uma barreira, em conjunto
com a lisozima produzida pelas lágrimas, contra a penetração de microrganismos
(Mendes, 2001a).
A conjuntiva contribui para formar o filme lacrimal, o qual é formado por três
camadas: uma fina camada lipídica externa, para a prevenção da evaporação; uma
intermediária aquosa, mais espessa, que contém as glândulas lacrimais; e uma fina
camada de muco mais interna, que se adere à córnea (Lemp, 1973; Wood, 1999;
Hecht, 2000). O filme lacrimal, renovado a cada movimento da pálpebra, fornece
uma importante superfície úmida para a córnea, necessária para a formação de uma
superfície oticamente adequada. A utilização de soluções com pH abaixo de 4 ou
superior a 9 causam distorções neste filme (Hecht, 2000).
O filme lacrimal é a primeira linha de defesa do organismo. A composição, o
volume e o fluxo das lágrimas diminuem a penetração ocular da droga por diluição e
drenagem pelo ducto nasolacrimal. O lacrimejamento pode ser estimulado pela
instilação da droga, aumentando a diluição da mesma (Abelson, Gifford e Chapin,
2002). Este sistema, em conjunto com as pálpebras, pode remover rapidamente as
soluções instiladas nos olhos (Hecht, 2000).
9
A produção constante de secreções e o movimento das pálpebras removem
as bactérias e poeiras da superfície ocular pelas vias lacrimais, para a cavidade
nasal (Prista, Alves e Morgado, 1992; Hecht, 2000).
A lisozima, enzima presente nas lágrimas, também colabora na remoção de
microrganismos; normalmente destrói os microrganismos saprófitos, mas possui
ação reduzida sobre os patogênicos (Hecht, 2000). Possui a capacidade de romper
a parede celular de bactérias Gram positivas e até de Gram negativas. Em
consequência, a conjuntiva possui uma flora microbiana escassa (Pelczar et al.,
1996; Tortora e Funke, 2000).
Para a manutenção de uma córnea saudável e da acuidade visual, é
necessária uma conjuntiva saudável. Infecções da conjuntiva podem atingir a
córnea, causando perfuração e úlceras córneas (Wood, 1999).
A córnea, fina e transparente, é avascular e formada, principalmente, pelo
epitélio corneal, estroma e endotélio corneal (Prista, Alves e Morgado, 1995; Hecht,
2000). Está em contato direto com o meio ambiente e possui defesas imunes
limitadas (Klotz et al., 2000), mas possui outros mecanismos para prevenir infecção
bacteriana. Entre estes, está a produção contínua de lágrimas que, junto com o
movimento da pálpebra, servem para remover fisicamente bactérias dos olhos. As
lágrimas são também importantes para manter a secreção que contém
imunoglobulina A, amilase e lisozima, os quais estão envolvidos na proteção do olho
contra infecção bacteriana (Watson, Reyes e McMurray, 1978; Masinick et al., 1997).
O epitélio corneal íntegro constitui uma barreira eficiente contra a invasão de
bactérias patogênicas. A ocorrência de abrasão na superfície da córnea, que pode
ser ocasionada inclusive por lentes de contato, pode permitir a penetração de
microrganismos e, consequentemente, o desenvolvimento de infecções na córnea. A
cicatrização, devido a traumas, infecção, entre outros, normalmente, forma uma
mancha opaca permanente. Quando a transparência da córnea é alterada, o poder
de resolução e acuidade visual são afetados (Hecht, 2000).
A possibilidade do usuário ferir a própria córnea, devido à dificuldade na
inserção e remoção das lentes de contato, pode causar defeitos epiteliais (Adams et
al., 1983), facilitando a penetração de microrganismos e, em consequência, o
desenvolvimento de úlceras córneas (Dunn, Mondino e Weissman, 1989).
A superfície ocular possui, além da proteção mecânica, proteção imunológica
para a defesa (Klotz et al., 2000). Apesar dos olhos estarem bastante protegidos
10
contra a invasão de microrganismos, eles são vulneráveis às infecções, acarretando
sérias consequências ao indivíduo (Mims et al.,1999).
A maioria dos patógenos oculares não pode penetrar a camada epitelial da
córnea intacta, que é protegida pela pálpebra e pelo filme lacrimal. O organismo
possui mecanismos de defesa ativos e passivos que protegem os tecidos da córnea
contra a invasão bacteriana, porém, havendo o fracasso no mecanismo de proteção
da córnea ou o epitélio corneal violado, as bactérias estão livres para invadir a
córnea e provocar infecções. O mecanismo ativo ocorre em 8 a 10 h após o dano
córneo (Schaefer et al., 2001).
A resposta imune intra-ocular é limitada e, em consequência, uma ampla faixa
de microrganismos causam infecção intra-ocular (Callegan et al., 2002).
2.2 DOENÇAS OCULARES
A exposição direta do olho ao ambiente e sua estrutura única torna-o
vulnerável a muitas doenças infecciosas (Klotz et al., 2000). Entretanto, o hospedeiro
possui muitos mecanismos de defesa que são essenciais para evitar a penetração
de patógenos, como barreiras físicas (integridade morfológica da mucosa), remoção
física dos microrganismos (ação de piscar) e processos bioquímicos, como a
lisozima e processos inflamatórios (Masur e Fauci, 1988). A ação contínua das
lágrimas em conjunto com o movimento das pálpebras, mantém a conjuntiva limpa,
de forma que os microrganismos necessitam de eficientes mecanismos para
provocar infecções (Mims et al., 1999).
Não apenas os pacientes com síndrome de imunodeficiência adquirida ou
outra condição de imunocomprometimento sistêmico, apresentam risco de infecções
oculares severas, mas também aqueles que apresentam rompimento da função
protetora da barreira do epitélio da superfície ocular, devido à doença da superfície
ocular ou que sofreram cirurgia ocular (Schein et al., 1992).
Na ocorrência de quebra da barreira anatômica, as defesas do organismo
muitas vezes são insuficientes para prevenir a perda da visão (Klotz et al., 2000).
Alterações nas secreções lacrimais (olho seco) ou danos à conjuntiva ou pálpebras
(fechamento inadequado) também propiciam a instalação de microrganismos
(Thomas, 1994; Mims et al., 1999).
11
A identificação oportuna dos microrganismos envolvidos e tratamento
adequado são primordiais (Klotz et al., 2000). Um número crescente de infecções
tem sido provocado por microrganismos considerados como “não patogênicos”,
principalmente, em indivíduos cujos fatores de resistência estão comprometidos,
pois a capacidade do microrganismo em provocar uma doença é influenciada pela
condição imunológica do hospedeiro, além dos fatores de virulência do
microrganismo. Indivíduos tornam-se mais suscetíveis às doenças em situações de
stress físico e emocional, como privação do sono, ansiedade, depressão e fadiga.
Crianças e idosos também são mais suscetíveis (Pelczar et al., 1996).
Segundo Kanski (2000), a blefarite é uma doença ocular muito comum, cuja
etiologia é incerta, apesar da seborréia e infecção pelo Staphylococcus serem
importantes. É uma inflamação nas pálpebras, tendendo a ser crônica e pode
ocorrer em conjunto com conjuntivites, devido às estruturas envolvidas estarem
anatomicamente unidas (Seewoodhary e Stevens, 1999).
A conjuntiva pode ser afetada por diversas doenças, necessitando de
diagnóstico, tratamento e medidas apropriadas (Wood, 1999).
As conjuntivites podem ser classificadas como infecciosas, provocadas por
vírus, bactérias e fungos; e não infecciosas, que podem ser de origem alérgica,
mecânica, química e, ainda, decorrentes de radiações (Wood, 1999; Seewoodhary e
Stevens, 1999). O tipo de secreção é um indicativo do tipo de conjuntivite, mas a
hiperemia está sempre presente (figura 2), em decorrência da dilatação dos vasos
sanguíneos da conjuntiva. É importante relatar que não há dor ocular e, quando
existir, indica o comprometimento da córnea (Mendes, 2001a). Alguns
oftalmologistas têm dificuldade para diagnosticar corretamente esta doença (Abelson
e McGarr, 1998). Segundo Wood (1999), as conjuntivites possuem sintomatologia e
sinais clínicos distintos, porém, os olhos vermelhos estão sempre presentes.
O espectro de microrganismos causando conjuntivite varia ao redor do
mundo, havendo necessidade de realizar uma cultura para fazer um diagnóstico
específico do microrganismo envolvido (Wood, 1999).
Staphylococcus aureus, Escherichia coli e Pseudomonas são exemplos de
microrganismos causadores de conjuntivite bacteriana (Wood, 1999). O S
7
. aureus é
apontado como o microrganismo mais comum envolvido em conjuntivites
bacterianas (Abelson e McGarr, 1998). Estas são freqüentes e de natureza
12
autolimitada, porém, o tratamento acelera a recuperação, previne complicações e
restabelece conforto ao paciente. As seqüelas sérias são raras, mas podem conduzir
a complicações, como o desenvolvimento de úlceras córneas, levando à cicatrização
e perda da visão. A infecção causada por P.
8
aeruginosa pode progredir para
endoftalmite, e qualquer microrganismo pode produzi-la em pacientes com fístulas
(Abelson e McGarr, 1998).
Figura 2 – Fotografia de olho afetado por conjuntivite bacteriana, mostrando a dilatação dos vasos.
Fonte: Mendes, 2001b.
A conjuntivite pode ainda evoluir para infecção intra-ocular e até provocar
alterações sistêmicas, principalmente, em crianças (Mendes, 2001b).
Microrganismos instalam-se na superfície da córnea, produzindo toxinas
solúveis que penetram nos tecidos, desencadeando a resposta patológica. O
Staphylococcus aureus atua deste modo, cuja difusão das próprias toxinas é
auxiliada pela secreção da hialuronidase (Prista, Alves e Morgado, 1995).
Espécies de fungos patogênicos secretam enzimas que destroem as barreiras
anatômicas, constituídas pelo colágeno estromal, auxiliando na invasão dos tecidos
da córnea (Jones, 1980, citado por Thomas, 1994).
Infecções córneas são responsáveis por uma grande proporção de cicatrizes
da córnea, que é uma causa significativa de perda visual e cegueira nos países em
desenvolvimento (Garg e Rao, 1999). A infecção da córnea foi considerada como a
causa principal de morbidez ocular e cegueira mundial (Abiose, 1990, citado por
Kunimoto et al., 2000).
7
A sigla S. significa Staphylococcus
8
A sigla P. significa Pseudomonas
13
Bactérias, vírus e fungos podem causar infecções na córnea, cujo diagnóstico
incorreto e tratamento inadequado podem resultar no comprometimento da visão
(Gombos, 1979).
A infecção pode ser superficial, afetando apenas o epitélio da córnea (ceratite
epitelial) ou profunda, atingindo o estroma, sendo, então, denominada de ceratite
estromal (Gombos, 1979; Klotz et al., 2000).
Qualquer microrganismo pode invadir o estroma córneo se os mecanismos de
defesa córneos, como pálpebra, filme lacrimal e epitélio córneo estiverem
comprometidos (Garg e Rao, 1999; Miller, 2000).
Rompimentos crônicos da superfície ocular são riscos potenciais para o
desenvolvimento de ceratite bacteriana, permitindo que microrganismos patogênicos
se estabeleçam no estroma subjacente através das rupturas da barreira epitelial
(Schein et al., 1988).
A ceratite bacteriana é considerada a maior ameaça nas infecções oculares,
devido à alta incidência e às complicações potenciais (Schaefer et al., 2001).
A severidade desta infecção depende da condição subjacente da córnea e a
patogenicidade das bactérias. A ceratite bacteriana é rara na ausência de fatores de
predisposição, como trauma ocular, doenças da superfície ocular e uso de lentes de
contato (Dart, Stapleton e Minassian, 1991; Bourcier et al., 2003), pois a maioria dos
agentes bacterianos não consegue atravessar as barreiras em situações normais
(Miller, 2000).
Os patógenos bacterianos devem primeiramente interagir com os fatores da
superfície ocular para conseguir atingir o epitélio corneal e causar ceratite infecciosa
(Fleiszig et al., 1994), que é uma doença ocular potencialmente ameaçadora da
visão, tendo como vetores etiológicos bactérias, vírus, fungos e parasitas (Miller,
2000; Jeng e Mcleod, 2003). Os sintomas clínicos da ceratite microbiana são dor,
olhos vermelhos, excesso de secreção, fotofobia e inchaço das pálpebras (Aristoteli,
Bojarski e Willcox, 2003).
Esta infecção produz escavação do epitélio da córnea, com infiltração de
células inflamatórias e necrose dos tecidos (Holden et al., 2000 citado por Aristoteli,
Bojarski e Willcox, 2003), normalmente conduzindo a uma incapacidade visual
severa (McLeod et al., 1995), necessitando de um diagnóstico inicial e intervenção
terapêutica rápida, a fim de prevenir a perda visual (Miller, 2000; Schaefer et al.,
2001; Jeng e Mcleod, 2003).
14
Ceratite provocada por bactérias Gram negativas segue um rápido curso
destrutivo inflamatório (Garg e Rao, 1999). A perfuração da córnea pode ocorrer em
menos de 24 horas, quando ocasionada por patógenos invasivos, como a
Pseudomonas aeruginosa (Schaefer et al., 2001).
O Staphylococcus e a Pseudomonas estão entre os microrganismos mais
comuns cultivados das úlceras bacterianas (Garg e Rao, 1999; Bourcier et al., 2003).
O aumento da incidência de estafilococos coagulase negativa no desenvolvimento
de ceratite bacteriana foi alertada por Bourcier et al. (2003).
A Candida albicans e o Aspergillus niger estão entre os fungos que provocam
lesões na córnea (Gombos, 1979).
Estudando 102 casos de ceratite microbiana em pacientes com mais de 65
anos, Kunimoto et al. (2000) descobriram que 31,1% dos casos foram causados por
S. epidermidis, 25,7% por fungos filamentosos, 13,5% por Pseudomonas, entre
outros.
A córnea anormal em pacientes com síndrome dos olhos secos, ulceração
crônica, eritema multiforme e infecção com HIV está sujeita a infecções fúngicas,
mais comumente com espécies de Candida. A C.
9
albicans foi encontrada ser a
causa mais comum de ceratite microbiana (35%) em um grupo de 13 portadores de
HIV (Hemady, 1995).
Os fatores de risco da ceratite bacteriana foram identificados por Schaefer et
al. (2001), entre eles: usuário de lentes de contato (36%) e blefarite (21%). Entre as
bactérias mais freqüentes estavam o S. epidermidis (40%) e S. aureus (22%).
A úlcera córnea bacteriana é uma doença séria que pode causar perda da
visão ou até mesmo a perda dos olhos (Schein et al, 1989), a qual possui incidência
significativamente alta em usuários de lentes de contato (Schaefer et al., 2001),
particularmente devido a bactérias Gram negativas, como a P. aeruginosa (Dunn,
Mondino e Weissman, 1989; Miller, 2000; Sharma et al., 2003). A mais séria
complicação relacionada ao uso de lentes de contato é a úlcera bacteriana, a qual
ameaça, além da visão, a integridade do globo ocular (Adams et al., 1983).
Em levantamento de dados retrospectivos em um hospital de Paris, Bourcier
et al. (2003) verificaram que de 300 olhos com diagnóstico de ceratite microbiana,
50,3% estava relacionado ao uso de lente de contato. Fatores de risco sistêmicos
9
A abreviatura C. significa Candida.
15
(diabete melitus, artrite reumática, imunodeficiência, alcoolismo, entre outros) e
história de doença da superfície ocular foram citados como fatores de risco potencial
(Musch, Sugar e Meyer, 1983; Killingsworth et al., 1993).
A cicatrização da córnea como resultado de ceratite supurativa é uma causa
importante de cegueira evitável. Sem tratamento, a ceratite supurativa pode conduzir
à opacificação e à perfuração da córnea. A morbidez associada é o resultado de
vários fatores e é diretamente afetada por dificuldades no monitoramento do
paciente devido à falta de recursos para diagnóstico e tratamento apropriados (Leck
et al., 2002).
A importância de um tratamento específico na ceratite fúngica, que requer
identificação rápida e precisa dos microrganismos causadores, foi destacada por
Foster (1992). Alertou que métodos tradicionais de diagnóstico laboratorial, inclusive
microscopia e cultura podem ser negativos, apesar de uma apresentação clínica
clara de ceratite supurativa, possivelmente, devido à dificuldade de obtenção do
material córneo suficiente para investigação convencional.
Alguns passos podem contribuir para reduzir potencialmente as
conseqüências severas de ceratite supurativa: conscientização dos fatores de risco,
como trauma secundário e o uso de soluções oftálmicas contaminadas; diagnóstico
precoce e instituição de terapia apropriada e encaminhamento de casos avançados
para centros especializados (Garg e Rao, 1999).
Em particular, usuários de lentes de contato devem ser alertados sobre o
risco potencial da ceratite bacteriana e instruídos sobre o cuidado das suas lentes
(Schaefer et al., 2001), sendo necessário aumentar a educação pública sobre o uso
de lentes de contato (Bourcier et al., 2003). Davis (1996) relatou que a inserção de
lentes contaminadas é um fator de risco potencial, afirmando que a ceratite
infecciosa continua sendo uma preocupação para usuários e fabricantes de lentes
de contato, apesar de poucos pacientes acometidos por esta doença sofrerem perda
permanente da visão.
A endoftalmite é uma rara, mas séria infecção ocular, resultando
frequentemente em perda visual (Eifrig et al., 2003; Benz et al., 2004). É uma
inflamação intraocular, em consequência da introdução de um agente infeccioso
para dentro do segmento posterior do olho, envolvendo a câmara anterior e a
cavidade vítrea do olho (Klotz et al., 2000; Callegan et al., 2002). Frequentemente,
ocasiona danos irreversíveis nas delicadas células fotorreceptoras da retina
16
(Callegan et al., 2002). O tratamento deve ser imediato, com terapia antibiótica de
largo espectro (Benz et al., 2004). Mesmo com terapia ofensiva e intervenção
cirúrgica, endoftalmites geralmente resultam na perda parcial ou total da visão e até
do olho (Callegan et al., 2002).
A gravidade da endoftalmite causada por organismos Gram negativos foi
descrita também por Puliafito et al. (1982) e Rowsey et al. (1982), a qual pode levar
à perda visual, mesmo com tratamento imediato com antibiótico intraocular e muitas
vezes com vitrectomia.
Geralmente, o acesso dos agentes infecciosos ao segmento posterior do olho
ocorre após cirurgia, trauma (endoftalmite exógena) ou proveniente de um sítio
anatômico distante (endoftalmite endógena), decorrente de uma infecção sistêmica
(Irvine et al., 1992; Klotz et al., 2000; Callegan et al., 2002). Apesar de pouco
comum, a endoftalmite pode ser resultado de uma ceratite sem tratamento adequado
(Klotz et al., 2000; Callegan et al., 2002).
Normalmente, a endoftalmite é causada por bactérias Gram positivas, apesar
de, em 6% de 29% de casos reportados, terem sido isoladas bactérias Gram
negativas (Eifrig et al., 2003).
A endoftalmite pós-operatória também pode acontecer entre semanas até
anos após a cirurgia, fato este que pode ser devido à introdução de microrganismos
de baixa virulência (Callegan et al., 2002).
2.3 ÁGUA BORICADA
A formulação da Água Boricada é (Silva, 1926; Lucas, 1959; Prista e Alves,
1973):
Ácido Bórico ......................................... 30 g
Água Destilada qsp
10
....................... 1000 ml.
A Água Boricada pode ser usada fria ou aquecida, pura ou diluída, a critério
médico, em lavagens ou embebida em algodão ou gaze (Lucas, 1959). O autor
afirmou que o produto é de boa conservação, por ser antisséptico, não exigindo
cuidados especiais de conservação, recomendando apenas que os frascos devem
10
A sigla qsp significa “quantidade suficiente para”.
17
ser bem fechados. Entretanto, Prista e Alves (1973) afirmaram que esta solução
altera-se com frequência, devido ao crescimento de fungos.
A introdução do ácido bórico como colírio foi realizada pelo Dr. Samuel
Theobald, médico nos Estados Unidos, no final do século XIX (Welch, 1997).
Segundo a The Columbia Encyclopedia (2003), a solução diluída de ácido
bórico é comumente utilizada como antisséptico suave e para lavagem dos olhos,
enquanto em Lucas (1959), a indicação da Água Boricada é apenas para uso “em
curativos como antisséptico”.
Em Parfitt (1999) são citados vários produtos para uso oftálmico contendo
ácido bórico, comercializados em diversos países, como Canadá, França, Itália,
Alemanha, Espanha e Estados Unidos.
Soluções aquosas de ácido bórico são empregadas para lavagem ocular, pois
não são irritantes; uma solução a 2,2% é isotônica com o filme lacrimal, porém,
hemoliza os glóbulos vermelhos (Hecht, 2000). A solução aquosa a 3,3% tem pH de
3,8 a 4,8 (Parfitt, 1999).
2.4 ÁCIDO BÓRICO
O ácido bórico presente na Água Boricada ocorre nas formas de pó ou
grânulos brancos, ou cristais incolores, transparentes, inodoros, muito solúveis em
água, de sabor levemente ácido (Farmacopéia dos Estados Unidos do Brasil, 1959).
A fórmula química do ácido bórico é H
3
BO
3
, com peso molecular igual a 61,83g.
Possui como sinônimos: ácido borácico, ácido ortobórico e sal sedativo de Homberg.
É solúvel em água, álcool e glicerol (Parfitt, 1999).
O ácido bórico é considerado um agente antisséptico. Korolkovas e
Burckhalter (1982) referiram-se a agentes antissépticos como “aqueles utilizados
para destruir microrganismos ou inibir sua reprodução ou metabolismo”.
Vários fatores determinam a eficácia dos antissépticos, como pH,
temperatura, concentração, duração do contato com os microrganismos e presença
de material orgânico, tais como sangue, pus e tecido necrótico (Korolkovas e
Burckhalter, 1982).
No século 18, os boratos, conhecidos como sal sedativo, foram usados na
pele. Antes desse tempo, os boratos foram usados como agentes de limpeza e por
médicos árabes, os quais usavam-nos antes de 875 d.C. para medicação interna
18
(Houlsby, Ghajar e Chavez, 1986). O ácido bórico já foi utilizado como sedativo,
analgésico, antiespasmódico, entre outras aplicações terapêuticas (Campos, 2003).
Os autores Korolkovas e Burckhalter (1982) afirmaram que o ácido bórico era
usado como antisséptico, principalmente, em lavagens oculares, mas devido ao
valor terapêutico ser duvidoso e à ingestão acidental e uso indiscriminado chegou a
causar mortes, tendo sido considerado obsoleto. Silva (1985) declarou que “o ácido
bórico não é mais recomendado para qualquer uso terapêutico”. Relatou também
que a solução de ácido bórico a 2,5% é bacteriostática e não destrói muitas
bactérias. “Não tem muito valor como desinfetante, mas tem sido usado como
antisséptico em solução para uso oftálmico” (Silva, 1985).
Em estudo clínico, desenvolvido por Portellinha, Cai e Belfort Jr. (1983),
verificou-se que a Água Boricada a 2%, quando aplicada em pacientes com
blefarites ciliares, apenas diminui a sintomatologia, mas sem provocar alteração da
flora bacteriana, apesar dos pacientes apresentarem uma melhora clínica da
doença.
O ácido bórico é um ácido muito fraco que possui apenas efeito
bacteriostático, mesmo em solução concentrada (Mingoia, 1967; Parfitt, 1999) e
fracas propriedades fungistáticas (Parfitt, 1999). A solução de ácido bórico não é
irritante aos tecidos, mesmo quando saturada (5,5%), podendo ser aplicada em
mucosas delicadas. Normalmente, é utilizada solução aquosa de 3 a 4 % para
lavagem da conjuntiva e da mucosa bucal (Mingoia, 1967). A solução possui efeito
bacteriano reduzido, pois não destrói bactérias e é removida rapidamente pelas
secreções oculares (Harvey, 1986). É utilizado em preparações oftálmicas, inclusive
como tampão (Harvey, 1986), em conjunto com o borato de sódio e antimicrobiano
em gotas oculares (Parfitt, 1999). Em Prista, Alves e Morgado (1995) o ácido bórico
figura como um componente “antiinfeccioso” empregado em colírios.
A capacidade de um veículo contendo tampão borato ser utilizado como
sistema preservativo de agentes farmacêuticos oftálmicos foi investigada por
Houlsby, Ghajar e Chavez (1986). O estudo foi conduzido nos termos especificados
na USP para o teste de eficácia dos conservantes. A concentração do tampão, pH e
osmolaridade do meio mínimo testado foram ajustadas para as condições
encontradas em muitas formulações oftálmicas. Segundo os autores, todos os
microrganismos avaliados (15 cepas de Pseudomonas, 12 cepas de bactéria
entérica e 7 cepas de estafilococos) decresceram em número quando expostos ao
19
meio mínimo tamponado com borato. Na concentração de 0,75 % a 3 %, os boratos
apresentaram atividade bacteriostática e fracos efeitos bactericidas quando
adicionado ao caldo nutriente para cultura de S. aureus, S. haemolyticus e E.
11
coli.
Concluíram que, devido à ausência de proliferação e sobrevivência desses
microrganismos no veículo tamponado com borato, este forneceu um aumento do
nível de segurança para produtos oftálmicos.
Os pesquisadores verificaram ainda que o veículo tamponado com borato
pareceu mais adequado em produtos oftálmicos que formulações com tampão
fosfato. Salientaram que estes sistemas preservativos não são por si só
considerados como critérios para eficácia fornecida pela USP XXI e que o tampão
borato requer adição de outros agentes, provavelmente, a uma concentração muito
baixa. Devido à taxa de mortalidade no veículo ser pequena, os pesquisadores
recomendaram que cada formulação deve ser balanceada para alcançar a taxa de
mortalidade desejada.
Para avaliar o risco microbiológico associado com tampão salina não
preservado, contendo borato de sódio, Houlsby, Ghajar e Chavez (1988)
desenvolveram outro estudo. Os resultados indicaram que o tampão borato teve
atividade antimicrobiana mensurável, podendo controlar alguma contaminação
microbiológica. Os autores verificaram que variando o tamanho do inóculo, o tempo
de sobrevivência é estendido e, dependendo da cepa do microrganismo, este
aumento não foi proporcional ao aumento do inóculo.
Uma solução de ácido bórico e borato de sódio foi testada por Yasunaga e
Kean (1977) para o tratamento da conjuntivite química em neonatos após profilaxia
com nitrato de prata. Descreveram que o ácido bórico não é irritante no saco
conjuntival dos neonatos, sendo uma opção para irrigação oftálmica. Entretanto,
devido ao risco de envenenamento do borato, não tem sido utilizado nos hospitais.
Apesar dos relatos de manifestações tóxicas e casos de envenenamento com
boratos, a segurança no uso do ácido bórico é sustentada por pesquisa de
dermatologistas, por estudos recentes com pomadas oftálmicas e outros (Houlsby,
Ghajar e Chavez, 1986).
Na atualidade, o uso do ácido bórico é restrito à atividade bacteriostática e
fungistática (Houlsby, Ghajar e Chavez, 1986; Campos, 2003). O ácido bórico tem
11
A abreviatura E. significa Escherichia.
20
sido substituído por outros produtos menos tóxicos e mais eficazes (Parfitt, 1999).
Segundo Campos (2003), muitos autores consideraram a possibilidade de extinção
do uso do ácido bórico como medicamento, visto que há drogas mais eficazes,
possibilitando a diminuição do número de intoxicações por este ácido. Descreveu,
também, que o ácido bórico é absorvido pelas vias oral, percutânea e pela mucosa,
sendo muito pouco absorvido pela pele íntegra. Porém, quando aplicado na pele
lesada ou, principalmente, na pele íntegra sob oclusão, a absorção é
consideravelmente importante. O ácido bórico tem efeitos citotóxico e cáustico leves.
O mecanismo de ação é desconhecido.
Estudos in vitro e in vivo demonstraram a atividade do ácido bórico contra
cepas de Candida. Testes in vitro com ácido bórico, realizados por Swate e Weed
(1974), nas concentrações de 1 a 4% para inibir o crescimento de C. albicans, a
2x10
6
/ml em caldo caseína de soja, demonstraram que o crescimento não foi inibido
em concentrações menores que 1%, mas ocorrendo a 4%.
O ácido bórico foi usado no tratamento de candidíase vulvovaginal, após os
testes in vitro indicarem que o mesmo é fungistático contra C. albicans (Swate e
Weed, 1974). Um tratamento realizado em 40 mulheres promoveu o alívio da
sintomatologia em todas as pacientes avaliadas.
Através de ensaios in vitro, Van Slyke, Michel e Rein (1981) demonstraram
que a concentração mínima inibitória (MIC) do ácido bórico para a C. albicans está
na faixa de 12,5 a 50 mg/ml, eliminando de 50 a 90% do microrganismo após 48 h.
Verificaram que o ácido bórico é fungistático para C. albicans e que a eficácia não
está relacionada ao pH, visto que a variação de pH foi mínima (0,01).
Com resultados de testes in vivo, pesquisadores concluíram que a terapia
com ácido bórico, para candidíase vulvovaginal, é segura, efetiva, barata e
extremamente aceitável (Swate e Weed, 1974; Van Slyke, Michel e Rein, 1981).
Em estudo realizado por Jovanovic, Congema e Nguyen (1991), os
pesquisadores verificaram que 98% das pacientes com candidíase vaginal crônica
foram curadas com terapia de ácido bórico. Acrescentaram que não acreditam como
outros autores sugeriram, que o fenótipo ou a alteração genética de espécies de
Candida criam cepas mais resistentes. Concluíram que na candidíase vulvovaginal
crônica, o ácido bórico parece ser uma possibilidade de tratamento e também para
uso profilático. Afirmaram que a terapia com o ácido bórico pareceu ser muito mais
eficaz para vulvovaginite micótica crônica que os agentes antifúngicos avaliados
21
(miconazol creme, clotrimazol creme, butoconazol creme, tampão violeta de
genciana e nistatina oral).
Um ensaio clínico envolvendo uma paciente com AIDS, portadora de
candidíase vulvovaginal, foi descrito por Shinohara e Tasker (1997). Após utilizar
ácido bórico (cápsula vaginal 600 mg) e pomada com 5% de lanolina, a paciente
alcançou completo alívio dos sintomas em 24h. Relataram que o ácido bórico tem
propriedades fungistáticas, mas o mecanismo de ação é desconhecido,
pressupondo que o efeito fungistático do ácido bórico pode ser o resultado de
propriedades inerentes de ácido fraco.
Em investigação in vitro conduzida por Otero et al. (1999), 21 de 23 cepas
(91%) de C. glabrata isoladas foram inibidas por ácido bórico na concentração de
0,6% ou superior. Afirmaram que C. glabrata requer maiores concentrações de ácido
bórico para inibição in vitro que a C.albicans. O ácido bórico na concentração de
0,3% inibiu 62% das cepas, enquanto na concentração de 0,4% foram inibidas
97,2% das cepas.
Em estudo realizado por Sobel et al. (2003), verificou-se que o tratamento
com ácido bórico em mulheres portadoras de vaginite, causada por C. glabrata,
ofereceu uma taxa de sucesso razoável, sendo um tratamento barato e seguro,
quando administrado por esta via.
A eficácia de um tratamento tópico a longo prazo com ácido bórico foi
comparada por Gauschino et al. (2001) com um tratamento oral com itraconazol na
cura e prevenção de candidíase vulvovaginal recorrente. Mostraram que o ácido
bórico é efetivo como os azoles para o tratamento na infecção aguda com C.
albicans e outras espécies. Concluíram que a terapia com ácido bórico é válida na
cura da infecção vaginal e na prevenção de recaídas, porém, sua ação termina com
a interrupção da terapia. Afirmaram que os mecanismos de tratamento com ácido
bórico permanecem obscuros, citando que provavelmente a combinação das ações
fungicida e micostática do ácido bórico resultaram na eficácia micológica e clínica.
Harvey (1986) descreveu que os mecanismos de ação dos antimicrobianos são
complexos.
O ácido bórico, administrado na forma de cápsulas intravaginais, foi
considerado uma modalidade promissora de terapia para pacientes com vaginite
causada por Torulopsis glabrata (Sobel e Chaim, 1997). No estudo conduzido pelos
pesquisadores, 81% das 26 pacientes avaliadas revelaram melhora clínica ou cura,
22
enquanto 20 (77%) resultaram na erradicação micológica, levando à recomendação
de terapia com ácido bórico para vaginite causada por Torulopsis glabrata.
O ácido bórico é um dos agentes tópicos mais utilizados para otomicose,
mostrando-se efetivo em estudos clínicos, onde foram isoladas espécies de
Candida, Aspergillus e S. aureus (Slack, 1987).
Em pesquisa realizada por Albuquerque, Cavalcanti e Aguiar (1992) verificou-
se que o ácido bórico é capaz de inibir o crescimento de A. flavus e A. parasiticus e
a produção de aflatoxinas.
Um estudo piloto dos efeitos do tratamento de curta duração com
ciclopiroxolamina foi comparado por Del Palacio et al. (2002) com um tratamento
com ácido bórico em pacientes sofrendo de otomicose. Os autores compararam o
tratamento de 64 pacientes, divididos em 3 grupos: grupo A (17) creme
ciclopiroxolamina 1 %; grupo B (17) solução ciclopiroxolamina 1 % e grupo C (30)
ácido bórico. Os resultados sugeriram que o tratamento de curta duração da
otomicose com ácido bórico é tão efetivo clínica e micologicamente quanto a
ciclopiroxolamina 1% (creme e solução). Observaram que a tolerância foi excelente
com ciclopiroxolamina creme, mas 20% dos sítios tratados com solução de
ciclopiroxolamina mostraram irritação leve (10%) ou moderada (10%), em contraste
com 30 % dos sítios tratados com ácido bórico, o qual produziu vários ferimentos e
dor (12,5%) em pacientes com membrana do tímpano perfurada.
Em estudo realizado por Ozcan et al. (2003), verificou-se que a administração
de gotas fracamente ácidas, tal como ácido bórico e álcool pode ser uma parte da
terapia inicial na otomicose. Verificaram que 67 de 87 pacientes (77%) recuperaram-
se clinicamente em 2 semanas, quando se utilizou uma solução alcoólica a 4 % de
ácido bórico, combinado com limpeza por sucção do canal do ouvido.
A suscetibilidade do A.
12
niger foi avaliada por Mishra, Mehta e Pal (2004),
empregando o método de difusão em disco contra griseofulvina, mercuro cromo,
miconazole, clotrimazole e ácido bórico, cujo isolado foi obtido de culturas a partir de
material removido do ouvido de uma paciente com otomicose crônica. Verificaram
que o fungo isolado era sensível a mercuro cromo e resistente a todas as outras
combinações in vitro do teste de difusão em disco.
O efeito do ácido bórico no caldo lactose-peptona no crescimento de culturas
do gênero E. coli e Aerobacter foi descrito por Poe e Charkey (1949). Foram
23
preparados meios de cultura contendo quantidades variáveis de ácido bórico de 0,25
a 0,60%, com pH ajustado para 6,5, 7,0 e 7,5. Observaram que o pH do meio
causou pequena diferença no crescimento. A produção de gás foi um pouco inferior
no meio com pH ajustado para 7,5. Uma pequeníssima quantidade de ácido bórico
usado, a 0,25% retardou a produção de gás em comparação com o controle sem
ácido bórico.
Uma pesquisa para a preservação de amostra simulada para teste de
proficiência em água bacteriológica foi desenvolvida por Brodsky, Ciebin e
Schiemann (1978). Utilizou-se como meio de preservação um caldo nutriente
contendo 1,8% de ácido bórico, concentração essa que mostrou um maior efeito
preservante. Comprovaram que a adição de 1% cloreto de sódio e o ajuste do pH
em 7,0 melhorou a performance do meio de preservação, o qual demonstrou a
manutenção das culturas de E. coli para acima de 10 dias à temperatura ambiente.
Afirmaram que a estabilidade das culturas durante armazenamento prolongado
depende da densidade inicial das células e da preservação do próprio meio.
O ácido bórico é utilizado há mais de 20 anos para preservar amostras de
urina durante transporte para exames bacteriológicos (Meers e Chow, 1990).
Boratos foram usados por Watson e Duerden (1977) para preservar amostras de
urinas por 24 h antes do cultivo. Os autores descobriram que o ácido bórico na
concentração de 1,8% é tóxico para cepas de E. coli na densidade de 10
7
UFC/ml
13
.
Fayinka (1971), citado por Sobel e Chaim (1997), verificou também que tempos
longos de exposição ou concentrações elevadas, especialmente acima de 3%,
poderiam causar redução em bactérias Gram negativas.
Ensaios in vitro conduzidos por Meers e Chow (1990) demonstraram que o
ácido bórico, na concentração de 10 a 20g/l, possui ação bacteriostática e
fungistática para quase todas as bactérias e fungos encontrados na urina, inclusive
para C. albicans. Para uma de 17 cepas P. aeruginosa testadas, o ácido bórico
apresentou efeito ligeiramente bactericida, na concentração de 10g/l.
Em estudo desenvolvido por Justiz e Boada (1985), para avaliar o emprego
do ácido bórico como conservante de amostras de urina, para ensaio microbiológico
quantitativo, verificou-se que o ácido bórico não impede o crescimento das bactérias
presentes na urina. Com o método testado, concluíram que o ácido bórico é útil
12
A abreviatura A. significa Aspergillus.
13
UFC/ml – Unidade Formadora de Colônia por mililitro.
24
como preservante no transporte e conservação de amostras de urina, possibilitando
a realização de urocultivo, independente do tempo.
O ácido bórico na concentração em torno de 2% foi considerado um
preservativo adequado para amostras de urina, durante transporte para realização
de ensaio microbiológico (Lum e Meers, 1989, citado por Parfitt, 1999).
A relação entre a estrutura química de compostos e a propriedade
antimicrobiana não é bem conhecida. O borato de sódio possui atividade
bacteriostática e fungistática reconhecida, sendo, então, utilizado como conservante,
enquanto derivados do anidrido bórico possivelmente tenham propriedade
antimicrobiana (Watanabe et al., 1988).
2.5 PREPARAÇÕES OFTÁLMICAS
Desde a antiguidade utilizam-se preparações oftálmicas para o tratamento de
doenças oculares, sendo encontrados registros nos papiros egípcios (Hecht, 2000).
A BP (2002) define as preparações oftálmicas como preparações na forma
líquida, semi-sólida ou sólida, estéreis, destinadas para administração sobre o globo
ocular e/ou conjuntiva ou para inserção no saco conjuntival. Aponta várias
categorias de preparações oftálmicas, entre elas, as loções oftálmicas, que são
soluções aquosas estéreis, destinadas à lavagem ou banho dos olhos ou para
impregnar curativos oculares.
É habitual utilizar o termo colírio para “qualquer preparação farmacêutica que
se aplique na mucosa ocular”, mas a maioria dos autores tem reservado o termo
para as preparações líquidas: soluções e suspensões (Prista, Alves e Morgado,
1995). Contudo, em 1996, os pesquisadores descreveram que a tendência é
considerar como colírio somente as preparações líquidas administradas sob a forma
de gotas.
Mais recentemente, Garcia (2002) descreve que as soluções aquosas
utilizadas para lavagem ocular podem ser chamadas também de colírios.
Na preparação de um produto oftálmico, vários requisitos devem ser
considerados: esterilidade, limpidez, capacidade de tamponamento, pH, tonicidade,
viscosidade, estabilidade, conforto, aditivos, embalagens e conservantes. Devido à
inter-relação de muitos destes requerimentos, os mesmos devem ser considerados
coletivamente: sistema tampão deve ser considerado na tonicidade e conforto;
25
estabilidade relaciona-se com o pH, sistema de tamponamento e embalagem;
esterilização deve ser considerada nos termos de estabilidade e embalagem (Hecht,
2000).
Na formulação destas preparações, pesquisadores devem também levar em
conta a biodisponibilidade, o risco de crescimento microbiano, níveis de pH e as
etapas de preparação (Ansel e Popovich, 1990, citados por Sandman e Abelson,
2002).
A ação de uma droga depende, entre outros fatores, das características
físicas e químicas da droga e a condição fisiológica e patológica do tecido (Ueno,
Refojo e Abelson, 1994, citados por Abelson, Gifford e Chapin, 2002). Os fatores
que afetam a atividade oftálmica de uma droga foram avaliados por Abelson, Gifford
e Chapin (2002). As formulações devem superar as barreiras físicas e químicas dos
olhos, como o filme lacrimal, a córnea, a conjuntiva, a retina e outras.
Segundo a Farmacopea Europea (1988), BP (2002) e a Farmacopeia
Portuguesa (2002), é permitida a inclusão de excipientes, por exemplo, para ajustar
a tonicidade ou viscosidade da preparação ou para ajustar ou estabilizar o pH.
É importante conhecer a composição da medicação ocular, pois, além da
droga ativa, existem outros componentes que auxiliam na estabilidade das drogas,
na vida de prateleira e tolerabilidade dos pacientes. Entretanto, apesar da
necessidade, estes componentes podem causar efeitos adversos em alguns
pacientes (Sandman e Abelson, 2002).
As preparações para aplicação oftálmica devem ser manipuladas com o
máximo cuidado, devendo apresentar precisão de composição, serem límpidas,
isotônicas e possuírem um pH compatível com o líquido lacrimal, além de serem
estéreis. A isotonia com o líquido lacrimal é um dos requisitos que as soluções para
uso oftálmico devem obedecer, pois, assim, tornam-se menos irritantes (Prista, Alves
e Morgado, 1990).
Devido à facilidade da contaminação da água comum ou destilada por
Pseudomonas aeruginosa, quando mantida em más condições de conservação, é
recomendado utilizar água esterilizada em preparações oftálmicas (Prista, Alves e
Morgado, 1990, 1996).
A limpidez da solução é função não apenas do processo de fabricação, mas
também da limpeza do recipiente e do processo de fechamento. Este processo e o
26
material da embalagem não devem ceder partículas à solução devido ao contato
prolongado, durante a vida de prateleira do produto (Hecht, 2000).
A estabilidade das preparações oftálmicas depende da natureza química da
droga, do pH final do produto, do método empregado na fabricação, dos aditivos e
do tipo de embalagem. Para avaliar a estabilidade, deve ser considerada a
estabilidade química de todos os componentes da formulação (princípio ativo,
conservante) e a eficácia do conservante (Hecht, 2000).
Nem sempre estas características são respeitadas, ocasionando lamentáveis
acidentes. O farmacêutico deve ter na preparação dos medicamentos oftálmicos
pelo menos os mesmos cuidados dispensados à fabricação de injetáveis. Devido à
possibilidade de microrganismos invadirem a córnea, “as formas de administração
ocular devem ser estéreis” (Prista, Alves e Morgado, 1992).
Preparações contendo ácido bórico podem ser esterilizadas com segurança a
121 ºC durante 15 min (Ansel, Popovich e Allen Jr, 2000).
2.5.1 Esterilidade
A esterilidade
14
é requerida para todos os produtos de uso oftálmico,
independente da forma, substância ou intenção de uso. Este requisito aumentou a
similaridade entre as preparações oftálmicas e parenterais (Hecht, 2000).
Em 1953, o Food and Drug Administration (FDA) considerou que as
preparações oftálmicas não estéreis estavam adulteradas. Contudo, a exigência
legal só veio em 1955, quando a Farmacopéia Americana incluiu a esterilidade para
as preparações oftálmicas, sendo, então, o primeiro compêndio oficial a exigir tal
requisito (Hecht, 2000).
Em 1955, Murphy, Allen e Mangiaracine descreveram a necessidade de
medicações oftálmicas serem preparadas assepticamente, esterilizadas e acrescidas
de um preservativo antimicrobiano, o qual deve ser compatível com outros
componentes da formulação.
Na Inglaterra antes de 1966, não havia regulamento de âmbito nacional que
controlasse a produção, apresentação e duração de uso das preparações de drogas
oftálmicas (Livingstone, Hanlon e Dyke, 1998). Em conseqüência de vários
14
Esterilidade é a ausência de microrganismos viáveis (Lachman, Lieberman e Kanig, 2001).
27
incidentes sérios decorrentes da contaminação microbiana de colírios, foram
publicados padrões de prática farmacêutica no British Pharmaceutical Codex,
exigindo que os colírios fossem, entre outros, estéreis, preparados em um veículo
bactericida e fungicida e que, em geral, um recipiente de colírio poderia ser usado
durante aproximadamente um mês para propósitos domiciliares (Jolly, 1966 citado
por Livingstone, Hanlon e Dyke, 1998). Estas exigências foram subseqüentemente
refinadas e adotadas pelo Departamento de Saúde e Previdência Social e
permanecem em operação até os dias atuais (Livingstone, Hanlon e Dyke, 1998).
A esterilidade é uma das qualidades mais importantes a exigir das soluções
para uso oftálmico, tendo em vista os registros de infecções oculares graves,
resultantes do uso de colírios contaminados com microrganismos. As farmacopéias
determinam que as soluções de uso oftálmico sejam isentas de microrganismos
(F. BRAS. IV, 1988; Farmacopea Europea, 1988; JP XIV, 2001; Farmacopeia
Portuguesa, 2002; BP, 2002; USP 25, 2002). Atualmente, o FDA continua
considerando como adulteradas as preparações oftálmicas que não se apresentem
estéreis, estando estas sujeitas às penalidades da legislação americana (Prista,
Alves e Morgado, 1990).
O requisito da esterilidade é de vital importância no período pré e pós-
cirúrgico, quando o paciente envolvido sofreu ferimentos perfurantes do globo
ocular, e quando as defesas naturais do organismo estão enfraquecidas, como
aquelas encontradas em pacientes imunodeprimidos, com queimaduras, entre outras
(Roizenblat e Inomata, 1982).
Possivelmente, a esterilidade seja o critério mais difícil para satisfazer na
preparação oftálmica, visto que medicações oftálmicas apresentam-se em
embalagens multi-dose, possibilitando que pacientes toquem o bico do frasco na
pálpebra, cílio ou conjuntiva, ou ainda, podem entrar em contato com outras
superfícies não estéreis. Um único frasco da medicação oftálmica pode ser
administrado a vários pacientes em um consultório médico. Devido a estes riscos,
são adicionados conservantes para reduzir o risco de contaminação (Sandman e
Abelson, 2002).
A BP (2002) e a Farmacopeia Portuguesa (2002) preconizam que as
preparações oftálmicas sejam preparadas usando materiais e métodos para manter
a esterilidade, evitando-se a introdução de contaminantes e a proliferação de
microrganismos.
28
2.5.2 Conservantes
Além de estéreis, sempre que possível, as soluções oftálmicas, mesmo que
esterilizadas durante a fabricação, devem ser acrescidas de um conservante, a fim
de garantir a esterilidade durante o tempo de uso do produto (Ansel, Popovich e
Allen Jr, 2000) e prevenir a decomposição do princípio ativo e proporcionar atividade
antimicrobiana (Noecker, 2001; Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
Soluções oftálmicas de dose múltipla correm o risco de serem contaminadas
durante o uso, necessitando o acréscimo de conservantes, a fim de que estes
destruam os microrganismos introduzidos acidentalmente, assegurando a
esterilidade da solução oftálmica (Prista, Alves e Morgado, 1996; Hecht, 2000). A
importância de conservantes em preparações oftálmicas acondicionadas em frascos
de dose múltipla também foi destacada por Äslund, Olson e Sandell (1978).
As preparações oftálmicas em embalagens para doses múltiplas devem
conter conservantes, a menos que a própria preparação possua propriedades
antimicrobianas intrínsecas adequadas (Farmacopea Europea, 1988; Farmacopeia
Portuguesa, 2002; BP, 2002).
A incidência de contaminação microbiana em resíduos de colírios e
ungüentos oculares, que retornaram à farmácia de um hospital, foi avaliada por
Harte, O'Hanrahan e Timoney (1978). Os autores encontraram contaminação em
42,6% das amostras e recomendaram maior flexibilidade na escolha de agentes
antimicrobianos ao formular colírios multi-dose. Salientaram que “o uso de soluções
oftálmicas sem capacidade auto-esterilizante deveria ser monitorado
cuidadosamente”.
Soluções oftálmicas multi-dose sem conservantes devem ser restritas a
drogas que tenham atividade antibacteriana intrínseca e, depois de aberto, os
frascos devem ser mantidos sob refrigeração e descartados após 7 dias. Entretanto,
a refrigeração não é uma proteção absoluta contra a contaminação, pois bactérias
mesófilas e psicrófilas podem multiplicar-se na faixa de temperatura de 4 a 8 ºC
(Wilson, 1996).
Vinte e uma formulações de colírios sem conservantes, em dose múltipla,
foram testadas por Oldham e Andrews (1996), para avaliar a preservação
antimicrobiana, através do teste de eficácia antimicrobiana descrito em farmacopéia.
29
Comparou-se o crescimento microbiano das amostras mantidas sob refrigeração
com amostras mantidas na temperatura indicada no método utilizado (20 a 35 ºC, de
acordo com o microrganismo empregado). Constataram uma maior redução de
crescimento microbiano nas amostras refrigeradas. Concluíram que as soluções
oftálmicas sem conservantes, mantidas sob refrigeração, podem ser utilizadas com
segurança por 7 dias. Entretanto, os autores salientaram que vários fatores devem
ser considerados, como a situação em que essas soluções são aplicadas (olhos
intactos ou lesados), se a administração é realizada em conjunto com terapia
antibiótica, entre outras.
Os conservantes permitem que as soluções oftálmicas sejam utilizadas por
até um mês após a abertura do frasco (Oldham e Andrews, 1996).
A contaminação microbiana das embalagens de dose múltipla está
relacionada com a frequência de uso e do tipo de embalagem utilizada (Prista, Alves
e Morgado, 1996).
O uso de conservantes em preparações oftálmicas foi requerido por órgãos
regulatórios da Europa e EUA após 1960, quando, na Suécia, pomadas oftálmicas
contaminadas com P. aeruginosa provocaram danos oculares (Kallings, Ringertz e
Silverstolpe, 1966; Wallhäusser, 1976, citado por Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
Os conservantes atuam sobre o crescimento, multiplicação e metabolismo dos
microrganismos, através de um ou mais mecanismos: modificação da
permeabilidade da membrana e extravasamento dos constituintes celulares (lise
parcial); lise e extravasamento citoplasmático; coagulação irreversível dos
constituintes citoplasmáticos (por exemplo, precipitação de proteínas); inibição do
metabolismo celular pela interferência nos sistemas enzimáticos ou inibição da
síntese da parede celular; oxidação dos constituintes celulares; e hidrólise. O ácido
bórico age, provavelmente, por desnaturação de proteínas (Ansel, Popovich e Allen
Jr, 2000).
O conservante utilizado deve ser de ação rápida, impedir o crescimento de
microrganismos ou promover sua destruição, nos casos de introdução acidental
durante o uso (Ansel, Popovich e Allen Jr, 2000). Possuem a capacidade de eliminar
os microrganismos de frascos de colírios em até 24 h, desde que tais
microrganismos entrem em contato direto com o conservante. Desta forma, quando
a contaminação está localizada na tampa dos frascos isto não acontece (Coad,
Osato e Wilhelmus, 1984).
30
Na seleção do conservante, muitos fatores devem ser considerados, tais
como: efetividade para prevenir crescimento microbiano; na concentração usada,
não deve afetar a segurança ou o conforto do paciente; e compatibilidade com a
formulação (Ansel, Popovich e Allen Jr, 2000). Na formulação, devem ser
consideradas a faixa de pH da preparação (para alcançar uma atividade
antimicrobiana máxima e sinergismo ou antagonismo na atividade antimicrobiana), a
irritação potencial e a compatibilidade com outros componentes (Gangrade et al.,
1996 citado por Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
Um conservante deve ter ampla atividade antimicrobiana, estabilidade
química e térmica, compatibilidade com a embalagem, além de ser inócuo para o
tecido ocular (Prista, Alves e Morgado, 1996; Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
O timerosal é um composto organomercurial utilizado nas preparações
oftálmicas nas concentrações de 0,005 a 0,02%, com atividade bacteriostática e
antimicótica (Hecht, 2000).
Os parabenos (metilparabeno e propilparabeno) são compostos utilizados em
preparações oftálmicas usualmente na concentração de 0,1%, com atividade
antimicrobiana para leveduras e bactérias Gram positivas, com atividade
antimicrobiana ótima na faixa de pH de 4 a 9 (Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
O metilparabeno pode ser utilizado na concentração de 0,1 a 0,2% e o
propilparabeno a 0,04%. Estes conservantes não possuem ação bacteriostática
eficiente e a atividade antimicrobiana é lenta. Produzem irritação e ardência nos
olhos. Um grupo de especialistas do FDA, ao avaliarem as drogas de venda livre na
oftalmologia, consideraram que os parabenos não são aceitos como conservantes
para soluções oftálmicas (Hecht, 2000).
Além da compatibilidade com os demais componentes da formulação, o
agente antimicrobiano deve manter sua eficácia até o final da utilização da
preparação oftálmica (Farmacopea Europea, 1988; Farmacopeia Portuguesa, 2002).
Segundo Eriksen (1970), a adição de conservantes em preparações
oftálmicas pode ter efeito bactericida ou bacteriostático. A atividade antimicrobiana
dos conservantes depende da concentração do conservante, da faixa de pH da
preparação oftálmica, do grau de contaminação do produto, entre outros (Eriksen,
1970; Chibret, 1997).
A eficácia do conservante escolhido deve ser demonstrada por autoridade
competente. O teste é realizado contra quatro classes importantes de patógenos
31
para os olhos: cocos Gram positivos (S. aureus), bacilos Gram negativos (P.
aeruginosa), leveduras (C. albicans) e fungos (A. niger), embora outros
microrganismos possam estar contaminando as preparações oftálmicas (JP XIV,
2001; USP 25, 2002; BP, 2002).
Segundo Sandman e Abelson (2002), o FDA desenvolveu um teste de
eficácia de conservantes como um padrão mínimo. Neste teste, emprega-se uma
concentração padrão (entre 1x10
6
e 1x10
7
/ml) de bactérias como E. coli, P.
aeruginosa e S. aureus, e testada contra cada conservante. Durante 4 semanas, os
tubos inoculados são incubados a 20 – 25 ºC. Os tubos são examinados a intervalos
semanais por um mês. Um conservante é considerado eficaz se reduz a
concentração de bactéria a 0,1% ou menos da concentração inicial após 2 semanas
e mantém ou reduz a concentração de bolores e leveduras para o restante de 2
semanas.
Nem todos os conservantes são apropriados para todas as drogas (Sandman
e Abelson, 2002). Algumas incompatibilidades entre substâncias e conservantes
utilizados em preparações oftálmicas foram citadas por Furrer, Mayer e Gurny
(2002). Entre elas, encontra-se o timerosal, que é incompatível com o ácido bórico.
A BP (2002) determina que as substâncias empregadas como excipientes não
devem causar efeitos adversos e nem irritação local excessiva.
Os conservantes presentes nas formulações podem provocar reações
alérgicas. A exposição repetida a estes conservantes pode sensibilizar o indivíduo,
eventualmente causando uma reação de hipersensibilização, a qual pode ser
aumentada ou agravada pela existência concomitante de alergias (Sandman e
Abelson, 2002).
Os efeitos citotóxicos dos mesmos devem ser avaliados, especialmente nas
terapias de longo-prazo (Noecker, 2001).
Determinadas circunstâncias podem aumentar os efeitos oculares adversos,
como a concentração dos conservantes, o uso de lentes de contato, o estado da
córnea, frequência de uso, duração do tratamento, dentre outros. A severidade do
dano ocular aumenta com a concentração do preservativo usado (Furrer, Mayer e
Gurny, 2002).
Os conservantes que eliminam ou dificultam o crescimento microbiano podem
também interferir no crescimento das células do tecido ocular (Furrer, Mayer e
Gurny, 2002).
32
Olhos que sofreram cirurgia podem ser mais sensíveis aos efeitos nocivos de
certos conservantes influenciando na permeabilidade da córnea e no processo de
cicatrização. Estes efeitos podem ser mais relevantes em pacientes idosos
(Baudouin e Lunardo, 1998).
Os conservantes usados após cirurgias podem afetar negativamente o ritmo
da cicatrização e interferir com a reepitelização da córnea (Hoffman et al., 1986
citados por Furrer, Mayer e Gurny, 2002). Em certos casos, os conservantes são
excluídos ou não são recomendados, como nas soluções oftálmicas que possuem
atividade antimicrobiana apropriada (Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
Os conservantes utilizados nas medicações oftálmicas podem alterar a
permeabilidade ocular. Uma droga contendo cloreto de benzalcônio penetra o
epitélio corneal mais facilmente, bem como quando há ruptura no epitélio (Burstein,
1989, citado por Abelson, Gifford e Chapin, 2002). O cloreto de benzalcônio pode
aumentar a penetração na córnea de algumas drogas por causar separação do
epitélio (Sandman e Abelson, 2002).
Na córnea, a toxicidade de conservantes pode ser exercida diretamente pela
modificação da integridade anatômica e fisiológica do epitélio ou indiretamente, pela
alteração do filme lacrimal (Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
Ensaios com olhos extraídos de coelho demonstraram o efeito das diferentes
concentrações de parabenos. Na concentração de 0,04%, Dormans e Van Logten
(1982), citados por Furrer, Mayer e Gurner (2002), com o auxílio de microscopia
eletrônica, observaram pequenos vacúolos no endotélio ocular. Na concentração de
0,16%, Weinreb et al. (1986), citados por Furrer, Mayer e Gurner (2002) constataram
a formação de grandes vacúolos e ruptura do endotélio ocular. A 0,6%, ocorreu
perda das microvilosidades.
A escolha da concentração do conservante depende do pH, do grau de
dissociação e outros fatores, como a presença de substâncias com capacidade
inerente de conservação. Nas preparações oftálmicas, não deve ser esquecido o
conforto do paciente, sendo que o conservante utilizado deve ter propriedade
irritante nula ou extremamente baixa. Nas concentrações toleradas pelos tecidos
oculares, vários conservantes são ineficazes para algumas cepas de P. aeruginosa
(Ansel, Popovich e Allen, 2000).
Durante avaliação microbiológica de provadores de sombra em uso, Dawson
e Reinhardt (1981) verificaram que a diversidade dos componentes orgânicos e
33
inorgânicos presentes nas sombras pode servir como substrato nutricional para o
crescimento de certos microrganismos, caso o conservante seja ineficaz, inativado
ou destruído.
Segundo Furrer, Mayer e Gurny (2002), os conservantes, nas concentrações
usuais e em doses frequentemente baixas, utilizados seletivamente nos
medicamentos oftálmicos aparentemente não prejudicam os olhos, sendo
comprovado por milhares de aplicações diárias em todo o mundo. Prista, Alves e
Morgado (1996) descreveram que no homem o conservante permanece pouco
tempo no olho, devido à ação das lágrimas e pelo movimento das pálpebras. Os
coelhos possuem uma secreção lacrimal menor que a do olho humano e, desta
forma, o conservante permanece mais tempo em contato com as células epiteliais,
provocando lesões.
O conservante não pode ser utilizado para obter uma solução estéril e nem
como um substituto das Boas Práticas de Fabricação e da adoção de procedimentos
estéreis (Hecht, 2000; USP 25, 2002).
2.5.3 pH
Órgãos governamentais do México exigem que os colírios não sejam irritantes
para os olhos; o pH dos colírios deve estar entre 7,0 e 7,4, sendo que valores abaixo
de 6,6 ou acima de 9 causam doenças (Garcia, 2002). Segundo o autor, os colírios
não devem interferir com a ação da lisozima das lágrimas, a qual pode ser destruída
por traços de ácidos ou álcalis.
O pH lacrimal foi medido em 44 pessoas, diretamente no saco conjuntival,
através da imersão da ponta de um microeletrodo combinado de vidro. A faixa
normal de pH encontrada foi de 6,5 a 7,6, com o valor médio de 7,0 (Abelson, Udell
e Weston, 1981).
O ideal seria que toda medicação oftálmica tivesse pH 7,4, que se encontra
próximo ao pH da lágrima. Entretanto, o pH interfere na estabilidade da formulação e
algumas medicações são mais estáveis e/ou mais eficazes a níveis de pH diferentes
de 7,4, geralmente, inclinando para direção ácida (Sandman e Abelson, 2002).
O pH da solução oftálmica deve ser o mais adequado para promover uma
estabilidade ótima para a droga. Quando o pH apropriado for alcançado, adiciona-se
34
um sistema tampão como borato, fosfato ou bicarbonato, para controlar o pH durante
todo o tempo de armazenamento do produto (Hecht, 2000).
As medicações oculares devem ser confortáveis, não causar queimação ou
coceira. O nível de conforto de tais formulações é dependente de fatores como pH,
tonicidade, viscosidade e integridade do epitélio da córnea (Prista, Alves e Morgado,
1995). Um pH na faixa de 7.2 a 7.4 é considerado ideal para o conforto e é provável
que valores fora da faixa de 6 a 8 causem desconforto (Abelson, Gifford e Chapin,
2002).
As soluções oftálmicas aquosas não devem exceder aos valores extremos de
5 e 8,5. Contudo, em certas infecções oculares, o pH da lágrima pode afastar-se do
seu valor normal, sendo recomendado para esses casos, a utilização de soluções
que corrijam o pH (Prista, Alves e Morgado, 1990, 1995).
A solução de ácido bórico na concentração de 1,9% não provoca sensação
desagradável no paciente (Prista, Alves e Morgado, 1996). Um pH ácido não
provoca necessariamente um desconforto ao olho do paciente, tornando-se mínimo,
se logo após a instilação, o pH global das lágrimas voltar a 7,4 (Hecht, 2000). As
lágrimas possuem a capacidade de neutralizar as variações de pH decorrentes da
instilação de soluções oftálmicas (Prista, Alves e Morgado, 1995).
É importante que o pH empregado seja confortável para uso humano, pois se
a medicação ocular tópica for desconfortável, irá induzir o lacrimejamento, a qual
diminuirá o tempo de contato da droga com o olho e, portanto, sua bioequivalência
(Sandman e Abelson, 2002). A ação terapêutica de uma droga pode ser influenciada
significativamente pelo pH (Prista, Alves e Morgado, 1996; Ansel, Popovich e Allen
Jr, 2000).
O efeito do pH em uma formulação para glaucoma foi investigado por Small et
al. (1997), com a finalidade de aumentar a biodisponibilidade ocular e permitir uma
redução clinicamente relevante na dose. Os ensaios foram realizados in vivo,
utilizando coelhos. Os resultados obtidos indicaram que o aumento do pH da
formulação testada (de 7,2 para 8,2) permitiu uma redução de 5 vezes na
concentração do princípio ativo, reduzindo os efeitos colaterais sistêmicos.
A faixa de pH de uma preparação farmacêutica pode favorecer o
desenvolvimento de microrganismos: as bactérias são favorecidas pelos meios
ligeiramente alcalinos, enquanto que fungos e leveduras pelo meio ácido. Poucos
35
microrganismos crescem em ambiente com pH menor que 3 ou superior a 9 (Ansel,
Popovich e Allen Jr, 2000).
Os fungos toleram uma ampla faixa de pH, na qual o pH em torno de 5,6 é
considerado ótimo para seu desenvolvimento. Os fungos filamentosos podem
proliferar na faixa de 1,5 a 11, enquanto as leveduras não toleram pH alcalino
(Gompertz et al., 1999a). Para um melhor desenvolvimento, a maioria das bactérias
de importância médica requer pH neutro (Barbosa e Torres, 1999).
As preparações farmacêuticas aquosas que possuem pH dentro da variação
favorável ao desenvolvimento de microrganismos necessitam do acréscimo de um
conservante, em concentração adequada, a fim de evitar a proliferação microbiana.
Além de influenciar no conforto do paciente, na absorção do princípio ativo, na
proliferação microbiana, na atividade antimicrobiana dos conservantes, o pH pode
influenciar consideravelmente a estabilidade de uma preparação oftálmica (Prista,
Alves e Morgado, 1996; Hecht, 2000).
2.5.4 Contaminação Microbiana
Na década de 1930, foi reconhecida a necessidade de controlar as soluções
oftálmicas, a fim de evitar contaminações graves (Hecht, 2000).
A contaminação de medicamentos foi considerada por Schein et al. (1992)
clinicamente importante, face às conseqüências que isto pode acarretar em
pacientes com doença da superfície ocular, favorecendo o desenvolvimento de
ceratite bacteriana e endoftalmite. Uma infecção em um olho já debilitado pode ter
sérias consequências, provocando até mesmo perfuração ocular (Chibret, 1997).
Soluções oftálmicas e soluções para uso em lentes de contato podem
constituir uma fonte de infecção para a conjuntiva e córnea, e também de
endoftalmite exógena (Klotz et al., 2000).
A utilização de soluções oftálmicas apresentando contaminação microbiana
pode gerar lesões oculares, ocasionando úlceras gravíssimas e perda da visão
(Prista, Alves e Morgado, 1996; Hecht, 2000).
Além de causar riscos de infecção aos olhos do paciente, a contaminação
microbiana pode causar uma deterioração físico-química das soluções oftálmicas,
alterando odor, sabor, aspecto e os constituintes (Kallings, Ringertz e Silverstolpe,
1966), o que poderia alterar sua eficácia e, consequentemente, comprometer o
36
sucesso do tratamento médico (Pfister e Burstein, 1976 citado por Furrer, Mayer e
Gurny, 2002).
A contaminação microbiana das soluções oftálmicas pode ocorrer durante a
fabricação, sendo a principal fonte de contaminação as matérias-primas
(especialmente a água), além do ar, pessoal e embalagem, ou durante a utilização
do produto pelo paciente (Coad, Osato e Wilhelmus, 1984; Van Ooteghem, 1995
citado por Furrer, Mayer e Gurny, 2002). Isto é um fator de risco significativo,
podendo causar várias complicações ao usuário, como ceratite microbiana (Furrer,
Mayer e Gurny, 2002).
Avaliando a utilização da água engarrafada em lentes de contato, Penland e
Wilhelmus (1999) descreveram que as bactérias podem causar risco oftálmico.
Afirmaram que, no caso de ser utilizada uma água com grande número de
microrganismos, os mecanismos de defesa dos olhos podem não ser capazes de
eliminar o inóculo, salientando a importância do uso de soluções estéreis para
rinsagem e guarda de lentes de contato. Os autores verificaram que bactérias
presentes na água engarrafada podem proliferar após o envase, devido à
probabilidade da bactéria utilizar o carbono e o nitrogênio disponíveis na água.
As soluções contaminadas usadas nas lentes de contato podem contribuir
para o desenvolvimento de úlceras córneas (Adams et al., 1983). Em levantamento
realizado por Mondino et al. (1986), verificou-se que quatro pacientes com úlceras
córneas, de um grupo de 11 usuários de lentes de contato, tiveram contaminação de
seus sistemas de cuidado de lentes: estojos, soluções de limpeza ou gotas oculares.
A contaminação de lentes de contato, estojo para lentes e líquidos de
manutenção foi avaliada por Velasco e Bermudez (1996). Para os líquidos de
manutenção, registraram uma taxa de contaminação de 63,09%, o que os levou a
considerarem uma porcentagem extremamente alta de contaminação para líquidos
que deveriam ser estéreis. Diante dos resultados obtidos, suspeitaram que
instruções de higiene não tinham sido seguidas para a correta manutenção das
lentes de contato, assim como higiene pessoal inadequada (unha suja, falta de
banho, etc). Foram detectadas impurezas, levando os pesquisadores a acreditarem
que as soluções estavam sendo reutilizadas nos estojos por vários dias ao invés de
trocarem os líquidos diariamente, apesar dos usuários negarem este procedimento.
A persistência da contaminação por um longo período pode causar graves
problemas para a córnea e conjuntiva. O dano no epitélio da córnea decorrente da
37
manipulação das lentes de contato, aliado à hipóxia corneal, facilitam a aderência de
bactérias nas lesões, contribuindo para o desenvolvimento de infecção na córnea
em indivíduos com lentes contaminadas (Velasco e Bermudez, 1996).
Através do estudo realizado, Velasco e Bermudez (1996) concluíram que a
contaminação das lentes de contato, estojos e líquidos de manutenção pode ser um
fator importante na incidência de úlceras córneas bacterianas nos usuários de lentes
de contato, especialmente, nos casos de patógenos virulentos, como Pseudomonas.
A contaminação microbiana em 220 medicamentos em uso, de 101 pacientes
com doença não microbiana na superfície ocular, foi avaliada por Schein et al.
(1992). Foi encontrada uma alta taxa de contaminação destes medicamentos,
particularmente com microrganismos Gram negativos potencialmente patogênicos,
que não fazem parte da flora conjuntival habitual. Os autores acreditaram que “os
medicamentos tópicos provêem o reservatório para contaminação e uma fonte
potencial de infecção”. Relataram que não foi possível discriminar se o medicamento
ou a conjuntiva foi o primeiro local de contaminação, mas os resultados
demonstraram uma relação entre os dois locais. Concluíram que “um ciclo de
contaminação entre medicamentos em uso e conjuntiva pode representar um fator
de risco importante para ceratite microbiana em pacientes com doença de superfície
ocular.”
A presença de microrganismos patogênicos na superfície ocular anormal
possibilita o desenvolvimento de infecção ocular séria (Schein et al., 1992).
Associado ao risco da contaminação está a condição patológica do hospedeiro
(como lesões na córnea, diabete mellitus, pacientes debilitados com baixa
resistência), assim como o tratamento com esteróides, que podem favorecer a
invasão e crescimento de bactérias e fungos (Kallings, Ringertz e Silverstolpe,
1966).
O uso de soluções oftálmicas contaminadas com microrganismos patogênicos
pode levar a infecções oculares severas, embora a existência de contaminação
bacteriana em colírios durante o manuseio não significa que irá desenvolver uma
infecção ocular no usuário (Netto e Pereira, 1998). Vários fatores contribuem para o
desenvolvimento da infecção: grau da contaminação; patogenicidade das bactérias
envolvidas; freqüência de uso do produto; mecanismos de defesa do globo ocular,
como presença da flora microbiana própria, filme lacrimal (renovação e
escoamento), lisozimas, ação de piscar, integridade da córnea e da conjuntiva,
38
fagócitos presentes na superfície da córnea (Roizenblat e Inomata, 1982; Lima et al.,
1995, citado por Netto e Pereira, 1998).
Segundo Ginsberg (1971), Novak e Taylor descobriram que a fagocitose (um
dos mecanismos de defesa primária do corpo contra invasão bacteriana) é inibida
por concentrações de ácido bórico acima de 2 % em temperatura de 37 a 40 ºC.
Apesar da possibilidade de microrganismos vivos não desenvolverem uma
infecção ocular, ao serem eliminados pelos conservantes, juntamente com seus
metabólitos, podem desencadear reações adversas (Roizenblat e Inomata, 1982).
Em medicamentos oculares, as bactérias Gram negativas são mais
frequentemente isoladas do que as Gram positivas (Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
Casos catastróficos de gotas de indometacina contaminadas com P. aeruginosa
provocaram uma epidemia de séria infecção ocular em 17 pacientes, dos quais 2
perderam um olho devido à endoftalmite (Schein et al., 1992).
Segundo Roizenblat e Inomata (1982), há casos de endoftalmite, relatado em
literatura, causados por bactérias e fungos, decorrentes do uso de colírios
contaminados. Klotz et al. (2000) também relataram que gotas oftálmicas e soluções
para lentes de contato podem ser uma fonte de infecção da conjuntiva, da córnea e
de endoftalmite exógena. Segundo Schein et al. (1992), em medicamentos
contaminados, os conservantes presentes nas formulações não foram eficazes.
O problema de contaminação microbiana dos medicamentos tópicos requer
modificações tecnológicas, além de educação e responsabilidade do paciente
(Schein et al., 1988). Os autores sugeriram que o local de guarda do medicamento
pode facilitar a contaminação do mesmo, bem como o uso prolongado de um frasco.
2.5.5 Embalagens para as Preparações Oftálmicas
Nas preparações oftálmicas, além da esterilidade, preservação, isotonicidade,
tamponamento e viscosidade, deve ser considerado o acondicionamento adequado
(Ansel, Popovich e Allen Jr., 2000).
O produto deve ser armazenado em condições adequadas, a fim de garantir a
sua estabilidade, sendo que as condições de armazenamento devem constar no
rótulo do produto (Ansel, Popovich e Allen Jr, 2000).
39
A escolha da embalagem é muito importante, pois a mesma influencia na
conservação da preparação oftálmica, devendo protegê-la da contaminação
microbiana (Prista, Alves e Morgado, 1996; Hecht, 2000).
As farmacopéias prescrevem que as preparações oftálmicas sejam também
acondicionadas de forma a manter a esterilidade até o momento do uso (Furrer,
Mayer e Gurny, 2002).
O recipiente, além de proporcionar estabilidade ao produto, deve permitir a
utilização segura e eficaz pelo paciente. No caso das preparações oftálmicas, o
acondicionamento deve permitir fácil administração e de forma a manter a
esterilidade (Ansel, Popovich e Allen Jr, 2000).
A utilização de recipientes opacos dificulta a detecção de alterações no
produto, impedindo a rápida constatação de tais alterações e imediata rejeição do
produto (Prista, Alves e Morgado, 1996).
O tipo de frasco empregado (vidro, plástico, claro, opaco, tipo da tampa)
influencia na estabilidade química do produto (Ansel, Popovich e Allen Jr, 2000). Os
frascos devem ser fabricados com material o mais inerte possível, não interagir com
a formulação da preparação oftálmica, procurando proporcionar o isolamento entre o
produto e o meio ambiente (Roizenblat e Inomata, 1982). Embalagens plásticas
podem conter diversas substâncias estranhas, como agentes liberados na
moldagem, antioxidantes, inibidores de reação e outros que podem lixiviar com
facilidade do plástico para a solução. A cola utilizada para aderir o rótulo ou a tinta
da rotulagem pode penetrar o polietileno e atingir a solução (Hecht, 2000).
Os recipientes devem ser previamente lavados e, a seguir, esterilizados,
através de método adequado (Prista, Alves e Morgado, 1996).
A BP (2002) determina que as embalagens devem ser estéreis, lacradas,
proteger o produto da luz e que, no caso das loções oftálmicas, não podem conter
mais do que 200 ml, a menos que haja justificativa e autorização.
Frascos contendo grandes volumes devem ser evitados, face à possibilidade
do conteúdo ser contaminado durante a utilização (Schellini et al., 2000). Em estudo
para avaliar a contaminação de 42 frascos de água boricada em uso, Kara José et
al. (2003) verificaram que 40,5% dos frascos apresentavam contaminação: 2,4%
proveniente do conteúdo líquido, 40,5% da parte interna da tampa e 14,3% da parte
interna da borda do frasco, sendo que 58,8% dos frascos contaminados tiveram as
tampas manuseadas inadequadamente. Verificaram também que 38,1% dos frascos
40
haviam sido abertos há mais de 1 mês e destes, 31,1% apresentaram contaminação.
Nos 26 frascos abertos em menos de 1 mês, o índice de contaminação caiu para
23,1%. Os autores concluíram que houve uma correlação entre o tempo de abertura
e a contaminação dos frascos, afirmando que a contaminação dos recipientes é um
risco potencial para infecção ocular. Não constataram correlação com os
microrganismos encontrados nos frascos e nas conjuntivas dos usuários.
Em estudos com medicamentos antiglaucoma, Geyer et al. (1995) também
comprovaram que o prolongamento do período de uso acarreta em aumento na
freqüência de contaminação. No estudo, verificaram que 19% dos frascos utilizados
por até 8 semanas apresentavam contaminação, enquanto 40% estavam
contaminados quando utilizados por um período superior.
Em avaliação realizada por Livingstone, Hanlon e Dyke (1998), os
pesquisadores verificaram que não havia diferença significativa da incidência de
contaminação entre frascos de colírios utilizados por 7 ou 14 dias, em pacientes
internados em hospital. Concluíram que não há risco para a saúde dos pacientes ao
utilizarem os frascos por 14 dias.
A Farmacopeia Portuguesa (2002) e BP (2002) determinam que o prazo para
utilizar a preparação oftálmica após a abertura do frasco deve estar indicada no
rótulo, sendo que o prazo máximo é de 4 semanas, exceto quando justificado e
autorizado.
2.5.6 Rotulagem
Ansel, Popovich e Allen Jr. (2000) destacaram que o medicamento deve “ser
rotulado de modo a promover o uso correto e ser armazenado sob condições que
contribuam para um prazo máximo de validade”, acrescentando ainda que este deve
ser adequado e que durante a validade espera-se que o produto mantenha sua
estabilidade (química, física, microbiológica, terapêutica e toxicológica), nas
condições de armazenamento indicadas.
No rótulo devem constar o nome e a concentração dos agentes
antimicrobianos e de outras substâncias adicionadas à formulação (Farmacopea
Europea, 1988; USP 25, 2002).
No rótulo dos medicamentos sem prescrição devem constar alertas
adequados, sempre que o “uso indiscriminado do medicamento possa levar a
41
complicações graves ou mascarar uma condição mais grave do que aquela para o
qual foi prescrito” (Ansel, Popovich e Allen Jr, 2000). Para os medicamentos
vendidos diretamente para o leigo, os autores destacaram que nos rótulos devem
constar recomendações de uso apenas nos casos em que o produto é eficaz,
demonstrado cientificamente. Acrescentaram que as situações graves que não
podem ser diagnosticadas ou tratadas com êxito pelo leigo, não devem constar nos
rótulos.
Kara José et al. (2003) observaram que a indicação de uso da Água Boricada
constantes nos rótulos dos frascos é incompleta e confusa.
Äslund, Olson e Sandell (1978) salientaram que é grande o risco de
contaminação das preparações oftálmicas quando utilizadas por pessoas sem
experiência, sendo, então, necessárias instruções detalhadas para o manuseio dos
frascos.
2.6 MICRORGANISMOS
Em toda superfície exposta ao ambiente podem ser encontradas bactérias e a
superfície ocular não é uma exceção. A flora ocular normal inclui espécies de
Haemophilus, Staphylococcus e Corynebacterium, e mais raramente,
Pneumococcus e Streptococcus. Sob circunstâncias normais, estes microrganismos
existem pacificamente na superfície ocular sem causar quebra na córnea ou no
epitélio conjuntival. Entretanto, ocasionalmente estes microrganismos podem se
sobrepor à ação de remoção do filme lacrimal e pálpebras e a atividade da lisozima
e dos anticorpos. Com isto, o microrganismo virulento pode reproduzir e prosperar
nessas condições. A suscetibilidade do hospedeiro pode estar envolvida devido às
deficiências imunológicas, anormalidades da pálpebra, anormalidades do filme
lacrimal, ductos de lágrima bloqueados, higienização de lente de contato ou pessoal
precárias, ou elementos ambientais (Abelson e McGarr, 1998).
A patogenicidade varia amplamente entre as diferentes espécies e entre
cepas da mesma espécie, assim como a suscetibilidade do hospedeiro, que é
afetada por muitos fatores, como integridade das barreiras fisiológicas e condições
imunológicas. O equilíbrio entre os fatores de virulência dos microrganismos e as
defesas do hospedeiro determina se uma infecção inicial irá evoluir (Petersdorf e
Root, 1988).
42
Estudos com bactérias patogênicas têm mostrado que muitos genes
requeridos para virulência são regulados em resposta aos sinais do ambiente próprio
do nicho do hospedeiro. Esses sinais incluem temperatura, pH, pressão osmótica,
concentração de ferro e íons cálcio (Mekalanos, 1992).
As bactérias patogênicas são classificadas em primárias e oportunistas. As
primeiras podem causar doenças em indivíduos normais enquanto as oportunistas
geralmente só causam doença em indivíduos com mecanismo de defesa deficiente
(Trabulsi e Souza, 1999).
A produção de toxinas por microrganismos virulentos resulta na perda da
função da retina e os efeitos específicos das toxinas bacterianas nos tecidos e
células do segmento posterior não têm sido bem estudados (Callegan et al., 2002).
2.6.1 Salmonella
A Salmonella pode ser encontrada em vegetais, no solo, na água e na
microbiota dos seres humanos e outros animais (Fernandes et al., 2000).
Segundo Cardoso et al. (2000), o gênero Salmonella é o mais estudado. Nas
inspeções sanitárias, é grande o interesse em torno do diagnóstico, controle e
medidas preventivas. Dentro deste gênero, são distinguidas sorologicamente
mediante provas bioquímicas, cerca de 2.000 sorotipos de salmonelas,
considerados, na atualidade, como patógenos.
O gênero Salmonella pode produzir abscessos em quase todos os locais
anatômicos (Guerrant, 1988) e quase todas as espécies são potencialmente
patogênicas (Tortora e Funke, 2000).
Várias condições contribuem para o desenvolvimento de infecções por este
gênero, tais como desnutrição, imunodeficiências, anemia falciforme e transplantes
(Fernandes et al., 2000).
2.6.2 Estafilococos
Os estafilococos são amplamente distribuídos na natureza e são encontrados
na microbiota da pele e mucosas de humanos (Locksley, 1988; Ferreira e Ávila,
1996; Martins, 1999), que quando encontram uma porta de entrada ou existência de
doença de base que predisponha ao desenvolvimento de infecção, tornam-se
43
bactérias potencialmente patogênicas (Ferreira e Ávila, 1996). São comuns em
infecções na pálpebra, na conjuntiva e na córnea (McCulley, Dougherty e Deneau,
1982; Dougherty e McCulley, 1984; Leibowitz, 1991; O'Brien et al., 1995; Hyndiuk et
al., 1996).
Os estafilococos estão entre as bactérias patogênicas mais resistentes às
condições ambientais, suportando temperaturas de até 50 ºC, durante 30 min
(Fernandes et al., 2000).
As espécies de Staphylococcus são divididas em dois grandes grupos, de
acordo com a presença ou ausência de coagulase (enzima que coagula o plasma):
coagulase positivo e coagulase negativo (CoNS). Existem cerca de 27 espécies de
Staphylococcus, algumas delas frequentemente são associadas a diversas infecções
oportunistas (Martins, 1999).
O gênero Staphylococcus é um dos patógenos comuns nas blefarites, sendo
que nos E.U.A., em 95,8% dos pacientes foi isolado o S. epidermidis (Kanski, 2000).
Os agentes mais comuns na conjuntivite bacteriana simples são o S. aureus e
o S. epidermidis (Kanski, 2000). Conjuntivites bacterianas, normalmente causadas
por S. aureus, são mais comuns em crianças (Seewoodhary e Stevens, 1999).
O S. aureus pode estar envolvido na infecção das glândulas, dos folículos das
pálpebras (terçol) e na blefarite (Mims et al., 1999). Várias enzimas extracelulares e
toxinas são secretadas pelo S. aureus, muitas das quais têm sido relacionadas à
patogenicidade. Produz proteínas, incluindo alfa-toxina e proteína A, que podem
contribuir para causar dano ao tecido córneo na ceratite. Resultados de estudos
realizados em coelhos sugeriram que a alfa-toxina é um fator de virulência principal
em ceratite estafilocócica, o mesmo não ocorrendo com a proteína A (Callegan et al.,
1994).
Segundo Locksley (1988), o S. aureus é o mais importante patógeno do
gênero para o ser humano. É considerado como a causa principal de endoftalmite
pós-trauma e pós-operatório (Callegan et al., 2002). Porém, outras espécies
possuem capacidade de provocar doenças ao Homem. Callegan et al. (2002)
citaram que, nos Estados Unidos, CoNS é responsável por aproximadamente 70%
de endoftalmite de cirurgia de catarata, seguido por S. aureus, entre outros.
Segundo Dougherty e McCulley (1986), há relatos de CoNS provocar
blefarites crônicas, conjuntivites e ceratites. O CoNS tem sido frequentemente
isolado de pacientes com conjuntivites bacterianas agudas (Leibowitz, 1991).
44
Atualmente, estes microrganismos são os mais comuns nos casos de endoftalmites
pós-operatórias (Kattan et al. 1991; Speaker et al., 1991).
O S. epidermidis já foi considerado oportunista, mas atualmente é tido como
patogênico eventual. Este microrganismo pode causar endoftalmite, principalmente
quando há ferimentos oculares e baixa resistência do hospedeiro (Lacaz, 1977,
citado por Roizenblat e Inomata, 1982). Entre o grupo CoNS, o S. epidermidis é o
mais virulento (Fernandes et al., 2000).
A identificação no laboratório de microbiologia, frequentemente limita-se à
pesquisa de identificação para S. aureus, enquanto isolados “não S. aureus”
simplesmente é informado como espécies de CoNS, face à sua natureza
onipresente e virulência relativamente baixa. Entretanto, nos últimos 15 anos ocorreu
um aumento nos registros de infecções oculares causadas por CoNS e estas
espécies têm recebido pouca atenção na oftalmologia, apesar de serem patógenos
importantes. Devido à importância crescente, o CoNS deveria ser identificado ao
nível de espécies (Pinna et al., 1999).
2.6.3 Pseudomonas
As Pseudomonas sobrevivem em ambientes úmidos e estão difundidos na
natureza, habitando o solo, a água, as plantas e os animais, inclusive seres
humanos (Tortora e Funke, 2000).
É um bacilo Gram negativo, comum no meio ambiente, capaz de infectar
todos os tecidos. Age como um patógeno oportunista sob várias circunstâncias,
sendo que uma grande variedade de fatores de virulência contribui para sua
capacidade de causar infecções (Lyczak, Cannon e Pier, 2000).
Infecções humanas causadas por P. aeruginosa foram relatadas pela primeira
vez em 1862, por Luke, que observou partículas com formato de bastonetes, em pus
de coloração azul esverdeado de algumas infecções, de coloração semelhante a
que tinha sido observada por Sedillot em curativos cirúrgicos, cuja coloração é
conhecida por ser causado pelo pigmento piocianina produzido pela P. aeruginosa.
O microorganismo foi primeiramente isolado de infecções em 1882 por Gessard
denominando-o de Bacillus pyocyaneus (Lyczak, Cannon e Pier, 2000).
Esta bactéria tem exigências nutritivas mínimas e pode tolerar uma grande
variedade de circunstâncias físicas (Fernandes et al., 2000; Qarah e Cunha, 2003).
45
Algumas cepas de Pseudomonas podem se desenvolver em temperaturas de
refrigerador
15
(Tortora e Funke, 2000).
A P. aeruginosa sobrevive mais de 300 dias na água, podendo ser encontrada
em soluções aquosas, em água de torneira, desinfetantes, pomadas, colírios e
outros medicamentos. Uma característica deste patógeno é a sua resistência aos
germicidas, podendo proliferar em soluções de quaternários de amônia, iodo, cloro,
PVPI, fenóis, clorexidina (Fernandes et al., 2000; Tortora e Funke, 2000).
A ocorrência onipresente de P. aeruginosa no ambiente é devido a vários
fatores, incluindo suas habilidades para colonizar múltiplos nichos ambientais e
utilizar muitos compostos do ambiente como fontes de energia (Williams e Worsey,
1976).
A patogênese das infecções causadas por este agente é multifatorial e
complexa (Stratton e Tausk, 1989; Qarah e Cunha, 2003). A P. aeruginosa
transformou-se numa causa importante de infecção, em especial, nos pacientes com
mecanismos de defesa comprometidos. Raramente provoca doença em pessoas
saudáveis (Qarah e Cunha, 2003).
A P. aeruginosa não é comum em infecções oculares, é oportunista e as
infecções causadas muitas vezes são graves (Sandman e Abelson, 2002). Apesar
da P. aeruginosa estar difundida no meio ambiente, é rara a ocorrência de doenças
em humanos saudáveis. Casos clínicos podem ser associados com o
comprometimento de defesa do hospedeiro, como imunossupressão geral em
pacientes com AIDS (Franzetti et al.,1992; Kielhofner et al., 1992) ou que recebem
quimioterapia (Bendig et al., 1987). O rompimento da função fisiológica normal é um
dos fatores para este microrganismo tornar-se virulento, o qual produz várias
exotoxinas, que podem ser determinantes na sua virulência (Lyczak, Cannon e Pier,
2000).
A ceratite ulcerativa, em usuários de lentes de contato macias, é uma das três
doenças humanas mais informadas relacionadas à P. aeruginosa. Ceratite ulcerativa
é uma resposta inflamatória de avanço rápido da infecção bacteriana da córnea e
tem sido considerada como a doença bacteriana mais destrutiva da córnea (Laibson,
1972 citado por Lyczak, Cannon e Pier, 2000).
Este microrganismo pode ser introduzido nos olhos através de soluções
15
Segundo a F. BRAS.IV (1988), a temperatura de refrigerador é de 2 a 8 ºC.
46
oftálmicas contaminadas (Mims et al., 1999), pois se multiplica com facilidade nestas
soluções, acarretando graves infecções na córnea, que evoluem rapidamente,
ocasionando perda da visão em 24 a 48 h (Hecht, 2000; Kanski, 2000).
A P. aeruginosa é considerada como a causa mais comum de ceratite
bacteriana relacionada com lentes de contato (Penland e Wilhelmus, 1999). O uso
de lentes de contato pode provocar a perda da integridade do epitélio da córnea,
permitindo a invasão da córnea pela P. aeruginosa (Kanski, 2000).
Na ocorrência de pequenos traumas, ocasionados por lentes de contato
contaminadas com solução desinfetante, ou por água de torneira utilizada no
enxágüe, a P. aeruginosa pode provocar infecções na córnea, as quais podem
evoluir rapidamente, com perfuração da córnea ou esclera, ocasionando
endoftalmite, podendo levar à perda da visão (Fernandes et al., 2000).
O acesso aos olhos ocorre pela contaminação das lentes, estojo de lentes e
soluções para cuidado das lentes. No teste regulatório para comercialização de
desinfetantes químicos para lentes de contato, somente uma variedade por espécie
é testada (Lakkis e Fleiszig, 2001). Verificaram que cepas de P. aeruginosa testadas
variaram na suscetibilidade frente a desinfetantes químicos para lentes de contato.
Os autores questionaram testes regulatórios, estabelecidos pelo FDA, que são
executados com apenas uma cepa de cada espécie testada, sendo então
questionável a suposição que o comportamento de uma cepa seja representativa do
restante. Salientaram, ainda, que os microrganismos utilizados nos testes são todas
cepas ATCC, que cresceram sob condições ideais e que cepas de isolados clínicos
crescem em ambientes de baixo nutriente, o que provavelmente contribui para estas
desenvolverem uma suscetibilidade aos desinfetantes bem diferente das variedades
de laboratório. É o mais perigoso contaminante presente nas preparações
oftálmicas, pois desenvolve-se rapidamente em diversos meios, neles segregando
toxinas e produtos bacterianos. Estes últimos, geralmente, eliminam outros
microrganismos presentes no meio, chegando a constituir uma cultura pura de
Pseudomonas (Prista, Alves e Morgado, 1990, 1996; Hecht, 2000).
Sete casos de ceratite microbiana severa associada com o uso de
medicamentos oculares tópicos contaminados foram relatados por Schein et al.
(1988), cinco deles provocados por P. aeruginosa, gerando uma fonte de
preocupação para os pesquisadores. Nenhum dos casos foi relacionado com o uso
de lente de contato e em todos os pacientes as culturas da córnea e de vários locais
47
do frasco do medicamento em uso possuíam o mesmo microrganismo. Citaram que
os casos relatados no estudo realizado representaram as primeiras séries nas quais
P. aeruginosa parecia causar ceratite supurativa através de inoculação direta de
medicamentos tópicos.
A P. aeruginosa pode afetar muitos sítios anatômicos. Uma solução
contaminada com Pseudomonas pode dar início a uma úlcera córnea e até
endoftalmite, cujas afecções devem ser consideradas como iatrogênicas (Netto e
Pereira, 1998; Fernandes et al., 2000).
Este microrganismo pode penetrar a barreira epitelial dos olhos apenas sob
condições especiais, como danos no epitélio da córnea, podendo provocar infecção
com ulceração e perfuração da córnea, com efeitos devastadores (Smulders et al.,
1999).
Em levantamento realizado por Irvine et al. (1992), verificou-se que em 2
(3,8%) de 53 casos de endoftalmite causada por P. aeruginosa ocorreu perfuração
da úlcera córnea. De acordo com os pesquisadores, uma vez estabelecido, este
microrganismo produz um número de toxinas e proteases que causam destruição de
células do hospedeiro e secundariamente aumentam a capacidade de invasão do
organismo. Este microrganismo produz β-lactamase, a qual torna muitos antibióticos
usados ineficazes contra o microrganismo. Embora a P. aeruginosa seja
seguramente a espécie mais comumente isolada de infecção causada por este
gênero, outras espécies são ocasionalmente patógenos oportunistas, e a
suscetibilidade antimicrobiana padrão frequentemente difere da P. aeruginosa (Joklik
et al.,1988, citado por Irvine et al., 1992).
Um teste com P. aeruginosa para verificar a eficácia bactericida de colírios,
cuja esterilidade é mantida por adição de conservantes, foi descrito por Anderson e
Crompton (1967). Verificaram uma variabilidade na destruição do inóculo de P.
aeruginosa, até mesmo quando conservantes idênticos tinham sido incorporados.
Descreveram que a destruição das bactérias é influenciada pelo pH da solução,
aumentando quando o pH se afasta da neutralidade. Entretanto, o pH ácido favorece
a ação dos conservantes.
48
2.6.4 Bacillus subtilis
O Bacillus subtilis, pertencente à família Bacillaceae, é uma bactéria aeróbica
formadora de esporos. É amplamente distribuída na natureza, sendo encontrada no
solo, poeira, água e alimentos. Pode contaminar, entre outros, os medicamentos.
Esporadicamente, pode causar infecções oculares (Fernandes et al., 2000).
Este microrganismo pode originar graves abscessos quando atinge o humor
vítreo (Prista, Alves e Morgado, 1996).
2.6.5 Fungos
A virulência dos fungos é afetada por muitos fatores, como temperatura, pH,
fatores de defesa do hospedeiro e pré-disposição genética (Ueda e Fernandes,
2000). A capacidade de aderir às células do hospedeiro e a produção de enzimas
que destroem as defesas anatômicas são propriedades fúngicas que auxiliam na
invasão tecidual (Thomas, 1994).
As doenças fúngicas passaram a ser um importante problema de saúde
(Ferreira e Ávila, 1996). Nos últimos anos, aumentou drasticamente o número de
infecções por fungos oportunistas e esta tendência continuará devido ao aumento na
população de pacientes imunodeprimidos (que são mais propensos a desenvolver
este tipo de infecção) e/ou que fazem uso intenso de uma medicina cada vez mais
agressiva, como drogas antibacterianas e imunossupressoras (Veronesi e Focaccia,
1996).
Fungos de baixa virulência, ao encontrar condições favoráveis, como nos
casos de comprometimento do sistema imunológico, podem desencadear infecções,
chamadas micoses oportunísticas. Os gêneros Aspergillus e Candida figuram entre
os fungos oportunistas (Gompertz et al., 1999b), sendo o primeiro o mais comum
nas infecções fúngicas desta categoria (Veronesi e Focaccia, 1996).
Ao avaliar a flora fúngica do saco conjuntival, inclusive de conjuntivas
saudáveis, Ando e Takatori (1982) afirmaram que sob condições normais, é difícil
para um fungo permanecer ou proliferar no saco conjuntival.
Para ocorrer infecção fúngica, é requerida a existência de trauma ou
resistência imunológica baixa. Evidências sugeriram que os fungos não invadem a
49
córnea facilmente, sendo rara a infecção causada por este tipo de microrganismo
(Abelson e McGarr, 1998; Foster, 1992).
Entretanto, Klotz et al. (2000), afirmaram que as infecções micóticas nos
olhos são comuns, sendo que os pacientes com AIDS podem contrair muitas
infecções fúngicas diferentes nos olhos e estruturas adjacentes. Descreveram que
mais de 70 espécies representando 40 gêneros de fungos têm provocado ceratite
fúngica, incluindo espécies de Aspergillus.
Verificou-se que entre 1090 pacientes com suspeita de ceratite microbiana,
42% eram causadas por fungos filamentosos (Leck et al., 2002). Os autores
afirmaram que infecções da córnea devido a fungos filamentosos são causas
freqüentes de dano córneo em países tropicais em desenvolvimento e são de difícil
tratamento. Thomas (1994) afirmou que nos trópicos o Aspergillus é uma das
espécies comumente encontradas nos casos de ceratite fúngica.
O Aspergillus (figura 3) é um fungo filamentoso (Mishra, Mehta e Pal, 2004),
sendo provavelmente o grupo de fungos mais comum no meio ambiente. São
onipresentes e são encontrados em todo tipo concebível de substrato: terra, restos
orgânicos em deterioração, ar atmosférico, entre outros (Ferreira e Ávila, 1996; Leck
et al., 2002).
Figura 3 – Fotomicrografia de Aspergillus niger, colorido com eosina e hematoxilina.
Fonte: Mishra, Mehta e Pal (2004)
Outro fungo oportunista, a C. albicans é uma levedura que faz parte da
microbiota humana, existindo como comensal do trato gastrointestinal e
genitourinário do homem e de outros animais de sangue quente. Está presente
também no meio ambiente, em águas poluídas, nas águas marinhas, no solo, no ar
50
e nas plantas, normalmente devido a uma contaminação recente por excrementos
humanos e animais. “Por este motivo, alguns autores consideram sua presença um
indicador de contaminação” (Ferreira e Ávila, 1996).
A C. albicans foi considerada por Samaranayake e Lamey (1988) como o
patógeno fúngico oral mais freqüentemente isolado no ser humano. É um
microrganismo comensal que se comporta como um patógeno sob condições
favoráveis (Samaranayake, 1992; Veronesi e Focaccia, 1996).
Fatores locais e sistêmicos podem provocar a invasão do microrganismo.
Pacientes com diabete, neoplasias hematológicas ou imunocomprometidos, são
mais suscetíveis às infecções por Candida. Alterações na integridade das mucosas
podem propiciar acessos para tecidos mais profundos (Bennett, 1988).
Durante décadas, micologistas ficaram intrigados com a conversão de
comensalismo para parasitismo (Xu e Samaranayake, 1995). Considerável esforço
tem sido direcionado no esclarecimento de características biológicas que contribuem
para a habilidade da C. albicans provocar doença (Bernardis et al., 1998).
A importância da aderência de C. albicans para as estruturas vasculares na
patogênese de candidíase disseminada é discutida (Klotz , 1992). A evidência para
aderência deste fungo nas células endoteliais e na membrana basal do subendotélio
in vivo foi revisada pelo autor.
Esta levedura só provoca infecção quando a defesa do hospedeiro é
deficiente (Xu e Samaranayake, 1995). Este microrganismo foi isolado de pacientes
com úlceras córneas (Killingsworth et al., 1993). A ceratite causada por leveduras
como Candida sp.
16
quase sempre ocorrem em olhos previamente anormais, como
em pacientes com olhos secos, ulceração corneal crônica ou raspagem corneal
(Klotz et al., 2000).
Pode causar conjuntivite e dacriocistite crônica
17
, a qual pode inflamar-se
repentinamente. Em alguns casos, torna-se necessária uma intervenção cirúrgica
(Gombos, 1979).
Os fungos podem ser nocivos também para a estabilidade das preparações
oftálmicas, causando deterioração das drogas ativas (Hecht, 2000).
16
A sigla sp. significa espécie.
17
Infecção no saco lacrimal, em decorrência da obstrução do ducto nasolacrimal (GOMBOS, 1979).
51
2.7 METODOLOGIA
Na sequência, está descrita a fundamentação das metodologias utilizadas
para verificar as condições microbiológicas, os parâmetros físico-químicos das
amostras e para o teste de eficácia antimicrobiana.
2.7.1 Condições Microbiológicas
Para verificar as condições microbiológicas das amostras, é necessário que
sejam utilizadas técnicas assépticas na amostragem e execução dos ensaios,
realizando-os preferencialmente em capela de fluxo laminar (F. BRAS. IV, 1988).
Para a detecção, seleção e identificação dos microrganismos presentes nas
formulações farmacêuticas, foram empregados métodos de análise adequados e
trabalhando-se cuidadosamente com as amostras, a fim de evitar o risco de
contaminação acidental das mesmas durante a realização dos ensaios.
A avaliação da contaminação microbiana nas amostras foi realizada para
verificar se as mesmas cumprem com as exigências farmacopeicas.
As monografias oficiais determinam que os produtos oftalmológicos devem
ser estéreis e, portanto, submetidos ao ensaio de esterilidade. Entretanto, a Água
Boricada não é estéril, sendo então submetida aos ensaios para produtos não
estéreis: contagem de viáveis totais (bactérias, bolores e leveduras), através do
método de contagem em placas e pesquisa de patógenos.
2.7.1.1 Contagem de viáveis totais
A seleção do método é determinada pela natureza do produto a ser analisado
e pelo número esperado de microrganismos, o qual deve ser convenientemente
validado (F.P., 2002), realizando-se controles positivo e negativo.
O método de contagem em placas é um método geral e pode ser utilizado
para a contagem de bactérias, bolores e leveduras. Este método possui como
princípio a premissa de que cada célula microbiana presente em uma amostra irá
formar uma colônia visível e isolada, quando fixada em um meio de cultura sólido
adequado. Muitas vezes, as células microbianas ocorrem em agrupamentos, não
52
sendo possível estabelecer uma relação direta entre o número de colônias e o
número de células. Desta forma, a relação correta é realizada entre o número de
colônias e o número de unidades formadoras de colônias (UFC), expressando tanto
células individuais como grupamentos característicos de microrganismos (Silva,
Junqueira e Silveira, 1987).
É importante a escolha do meio de cultura empregado, pois o mesmo deve
oferecer condições ideais para a multiplicação dos mais diversos microrganismos
(F. BRAS. IV, 1988). Através da variação do tipo de meio (de enriquecimento,
seletivo, seletivo-diferencial) e das condições de incubação (temperatura,
atmosfera), é possível selecionar o grupo, gênero ou espécie do microrganismo
(Silva, Junqueira e Silveira, 1987).
Os meios de cultura devem ser testados para a esterilidade e também para a
fertilidade, a fim de comprovar a sua capacidade de promover o crescimento dos
microrganismos antes de serem utilizados nos ensaios (F. BRAS. IV, 1988).
No caso de amostras com atividade antimicrobiana, esta deve ser eliminada
convenientemente por meio de procedimentos como neutralização, diluição, filtração
ou inativação, demonstrando a efetividade da neutralização, empregando-se cepas
de microrganismos de referência (F. BRAS. IV, 1988; JP XIV, 2001; Farmacopeia
Portuguesa, 2002). Tal atividade deve ser testada antes da execução dos ensaios, a
fim de selecionar a metodologia para verificação da presença de substâncias
inibitórias do crescimento microbiano, que possam interferir na avaliação
microbiológica da amostra. Caso este protocolo não seja cumprido, os componentes
presentes na formulação irão inibir o crescimento dos microrganismos possivelmente
presentes, quando a amostra for adicionada aos meios de cultura (Prista, Alves e
Morgado, 1990).
O metilparabeno
18
é inativado pelo polisorbato 80, formando um complexo
com este composto (Prista, Alves e Morgado, 1996).
Condições adequadas para o crescimento de bactérias e fungos (bolores e
leveduras) devem ser fornecidas; dentre elas, o meio de crescimento (composição,
pH) e a temperatura.
Os fungos desenvolvem-se mais lentamente que as bactérias (Gompertz et
al., 1999a), necessitando de um tempo mais prolongado de incubação, em
18
O metilparabeno é um conservante frequente nas formulações de Água Boricada.
53
temperatura adequada. O tamanho do inóculo e as condições da cultura influenciam
na velocidade de crescimento (Ueda e Fernandes, 2000).
Em geral, os fungos de importância médica são mesófilos, apresentando
melhor desenvolvimento na faixa de 20 a 30 ºC. Entretanto, a C. albicans
desenvolve-se melhor na faixa de 33 a 37 ºC (Gompertz et al., 1999a).
Os fungos podem ser unicelulares ou multicelulares e são divididos
basicamente em filamentosos (bolores, mofos) e leveduras, conforme sua morfologia
(Ferreira e Ávila, 1996).
As culturas de mofos apresentam-se como “tufos ou grumos com aspecto de
penugem, felpudos ou em algodão na superfície” (Ueda e Fernandes, 2000).
As bactérias possuem diferenças quanto à morfologia (forma, tamanho,
estrutura), metabolismo (aeróbico, anaeróbico), necessidades nutritivas e genética
(Fernandes et al., 2000), características estas que permitem a identificação desses
microrganismos.
A avaliação das colônias presentes no meio sólido é realizada através de
exame visual, verificando-se a morfologia e outras características. Esta observação,
seguida da coloração de Gram, permite a identificação preliminar das bactérias
(Koneman et al., 1993).
O método de coloração de Gram é o mais importante em bacteriologia,
utilizado para a identificação de uma grande variedade de microrganismos. Seu
mecanismo não é entendido completamente. Baseia-se nas diferenças de parede da
célula dos microrganismos classificados como Gram positivos e os classificados
como Gram negativos. Os primeiros podem basicamente reter corantes a uma
concentração mais alta que espécies Gram negativas. Provavelmente, a diferença
mais importante esteja na permeabilidade da parede da célula durante o processo
de coloração (Garg e Rao, 1999).
O processo consiste em secar ao ar uma lâmina contendo um esfregaço do
microrganismo a ser avaliado, seguido de fixação à quente. Na própria lâmina,
pinga-se algumas gotas de solução de cristal violeta, deixando agir por 1 a 2 min.
Após enxaguar suavemente em água corrente, adiciona-se gotas de solução de
iodo, formando um complexo de tintura-iodo dentro da célula do microrganismo, que
é insolúvel em água, mas moderadamente solúvel em acetona ou álcool. A seguir, a
lâmina é enxaguada em água corrente e aplicado, como descolorante, álcool etílico
ou acetona, por cerca de 2 s. A lâmina, então, é lavada com água corrente. Nesta
54
etapa, somente os microrganismos Gram positivos retêm o complexo formado, de
coloração azul escura, visível ao microscópio, possivelmente devido à parede celular
ser menos permeável que a dos Gram negativos. A lâmina, então, é tratada por 1 a
2 min com solução diluída de fucsina e seca ao ar antes de se examinar ao
microscópio. O grupo dos microrganismos Gram negativos adquire a coloração
vermelha da fucsina (Garg e Rao, 1999).
A caracterização final dos microrganismos pode ser realizada através da
detecção de características exclusivas de cada espécie, como sistemas enzimáticos,
utilizando-se meios de cultura que contêm substratos específicos e indicadores
químicos que detectam alterações de pH ou a presença de subprodutos específicos
(Koneman et al., 1993).
2.7.1.2 Pesquisa de patógenos
Os patógenos S. aureus, Salmonella sp., E. coli e P. aeruginosa devem estar
ausentes em todos os medicamentos, independente da via de administração (F.
BRAS. IV,1988).
Furrer, Mayer e Gurny (2002) salientaram que os requisitos farmacopeicos
não excluem contaminação com outros microrganismos, existindo relatos de
frequente contaminação de frascos de colírios com S. epidermidis e outras espécies
de Pseudomonas.
2.7.1.2.1 Estafilococos
Os estafilococos são cocos Gram positivos, pertencentes à família das
Micrococcaceae, não-móveis, aeróbios ou anaeróbios facultativos, catalase
positivos. Os estafilococos observados ao microscópio (amostras coradas) possuem
agrupamento típico, em forma de cacho de uva, de onde é derivado o seu nome (do
grego staphyle-cacho de uvas). As espécies patogênicas podem ser distinguidas
das não patogênicas pela capacidade de fermentar a glicose anaerobicamente.
Todas as cepas que produzem coagulase são denominadas de S. aureus. Esta
espécie, ao contrário do estafilococo coagulase negativo, fermenta o manitol, produz
DNase e possui atividade bioquímica diferenciada (Locksley, 1988).
55
As colônias em meio sólido, com exceção de variantes, possuem diâmetro
relativamente grande, atingindo 2 a 3 mm após 24 h de incubação a 35ºC (Koneman
et al., 1993).
Como características diferenciais, pode ser pesquisada a produção de
catalase, atividade de citocromo-oxidase, fermentação da glicose e do manitol,
produção de coagulase e atividade DNase (Koneman et al., 1993).
A catalase produzida pelo S. aureus age sobre o peróxido de hidrogênio,
decompondo-o, cuja ação é observada pela efervescência rápida quando se mistura
uma ou duas gotas de peróxido de hidrogênio a 3% com uma porção da colônia de
estafiloco (Koneman et al., 1993).
A capacidade do S. aureus em fermentar o manitol e de reduzir o telurito a
telúrio livre é avaliada para diferenciar esta espécie do S. epidermidis (Koneman et
al., 1993).
2.7.1.2.2 Salmonella
A Salmonella é uma bactéria na forma de bacilo Gram negativo, aeróbico,
pertencente à família Salmonelleae (Fernandes et al., 2000).
Como características diferenciais, podem ser pesquisadas a fermentação da
glicose, redução do nitrato, atividade da citocromo-oxidase e descarboxilase ou
desidrolase (lisina, ornitina e arginina), produção de sulfeto de hidrogênio, produção
de indol, utilização de citrato, reações de vermelho de metila (Koneman et al., 1993).
2.7.1.2.3 Pseudomonas
A Pseudomonas é um bacilo Gram negativo, aeróbico, pertencente à família
Pseudomonadaceae. Suportam grandes variações de temperatura, na faixa de 4 a
42 ºC (Fernandes et al., 2000).
Como características diferenciais, podem ser pesquisadas a utilização
oxidativa ou fermentativa da glicose, crescimento em ágar cetrimide, atividade de
citocromo-oxidase, produção de pigmento fluoresceína (Koneman et al., 1993).
A P. aeruginosa possui como característica a produção de piocianina, um
pigmento azul-esverdeado (Toledo e Trabulsi, 1999).
56
2.7.1.2.4 Escherichia coli
A Escherichia coli (E. coli ) é um bacilo Gram negativo, anaeróbico facultativo,
pertencente à família Enterobacteriaceae. É muito difundida na natureza, integrando
a flora normal do trato intestinal do homem e de outros animais. Sua presença na
água é um importante indicador de contaminação fecal. Normalmente, é inofensiva,
mas certas cepas podem ser patogênicas (Frazier e Westhoff, 2000; Tortora e
Funke, 2000).
A E. coli não pode ser diferenciada de bactérias Gram negativas pelo método
de coloração de Gram, tornando necessária a realização de culturas e testes de
identificação apropriados (Schaberg e Turck, 1988).
Para pesquisa e identificação, é utilizado o crescimento em ágar Mac Conkey.
Como características diferenciais, são pesquisadas: a morfologia da colônia em ágar
eosina-cloreto de metiltionínio, a produção do indol, a reação com o reagente de
Voges-Proskauer, a utilização do citrato como única fonte de carbono (F. BRAS.IV,
1988).
2.7.2 Parâmetros Físico-Químicos
Nas preparações oftálmicas, é importante avaliar o aspecto da solução, medir
o pH e determinar o teor do princípio ativo (Prista, Alves e Morgado, 1996).
2.7.2.1 Aspecto
As soluções oftálmicas devem apresentar-se límpidas e isentas de partículas
visíveis a olho nu (Prista, Alves e Morgado, 1996), quando examinadas em
condições satisfatórias de visibilidade (Farmacopea Europea, 1988; BP, 2002).
2.7.2.2 Determinação de pH
A determinação potenciométrica do pH foi feita com o uso do medidor de pH,
através da medição da diferença de potencial entre dois eletrodos adequados,
imersos na solução em exame (F. BRAS. IV, 1988).
57
2.7.2.3 Teor de ácido bórico
A precisão da composição é um requisito imprescindível a ser atendido por
todas as preparações farmacêuticas (Prista, Alves e Morgado, 1996).
O teor de ácido bórico foi verificado por titulometria de neutralização/
acidimetria, que consiste em neutralizar o ácido (ácido bórico) por uma base
(hidróxido de sódio), na presença do indicador fenolftaleína (Korolkovas, 1988).
O ácido bórico forma um complexo com o glicerol (reação 1), o ácido
glicerobórico, que é um ácido mais forte que o ácido bórico, sendo, então,
neutralizado pelo hidróxido de sódio (Prista e Alves 1973; Parfitt, 1999), conforme
reação 2.
2.7.3 Teste de Eficácia Antimicrobiana
Os testes destinados para avaliar a eficácia antimicrobiana objetivam
demonstrar a proteção efetiva do conservante utilizado na preparação oftálmica (ou
da propriedade intrínseca da solução) contra a introdução acidental de
microrganismos na embalagem final (Furrer, Mayer e Gurny, 2002).
A USP 25 (2002) estipula que o teste deve ser executado com Candida
albicans, Aspergillus niger, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa e
Staphylococcus aureus.
Torna-se necessário verificar o valor do pH do produto e a concentração do
teor de ácido bórico na solução, pois estes dois parâmetros influenciam na avaliação
da capacidade antimicrobiana.
2 C
3
H
8
O
3
+ H
3
BO
3
C
6
H
15
BO
7
+ 2 H
2
O (reação 1)
glicerina ácido bórico ácido glicerobórico água
C
6
H
15
BO
7
+ NaOH
C
6
H
14
NaBO
7
+ H
2
O (reação 2)
3 MATERIAIS E MÉTODOS
Neste capítulo, estão descritos os materiais e métodos utilizados para a
aplicação dos protocolos de investigação, a aquisição das amostras, os
equipamentos e instrumentos, os reagentes e soluções, os meios de cultura, os
microrganismos de referência, os ensaios analíticos das amostras e o teste de
eficácia antimicrobiana.
3.1 PROTOCOLOS DE INVESTIGAÇÃO
Os protocolos de investigação foram disponibilizados na forma de fichas e os
dados foram repassados para uma planilha eletrônica, para facilitar o processamento
e os cálculos estatísticos.
3.1.1 Protocolo de Investigação Aplicado à População
No protocolo de investigação aplicado à população, sem restrição de sexo,
consta o primeiro nome da pessoa, a naturalidade, o local de residência, a faixa
etária, o grau de escolaridade, o conhecimento ou não da Água Boricada, para quê é
usada, para qual finalidade utilizou o produto, qual a forma de utilização, local de
aplicação, quem indicou, o resultado obtido e comentários.
O modelo do protocolo de investigação aplicado à população está disposto na
tabela 1. Para algumas perguntas, foram disponibilizadas respostas na forma de
múltipla escolha, a fim de facilitar o preenchimento do questionário e também os
cálculos estatísticos. Porém, em alguns casos, este procedimento não foi adotado,
objetivando evitar o direcionamento da resposta.
Os questionários foram aplicados nas ruas da cidade de Curitiba, para 115
pessoas, no período de julho de 2003 a agosto de 2004.
60
Tabela 1 – Modelo do protocolo de investigação aplicado à população.
_______________________________________________________
1. NOME: _________________________2. NATURAL DE: _____________________
(1º nome) (Cidade/U.F.)
3. RESIDENTE EM: __________________________________________________
(Cidade/U.F.)
4. FAIXA ETÁRIA: ( )Até 20 anos ( ) 21 – 30 anos ( ) 31 – 40 anos ( ) 41 – 50 anos
( )Acima de 50 anos
5. GRAU DE ESCOLARIDADE: ( )1.º Grau incompleto ( ) 1.º Grau completo
( ) 2.º Grau incompleto ( ) 2.º Grau completo ( ) Nível superior incompleto
( ) Nível superior completo ( ) Outro __________________________________
6. CONHECE ÁGUA BORICADA ? ( )SIM ( ) NÃO (fim)
7. SABE PARA QUÊ É USADA? ( )SIM ( ) NÃO (fim)
8. PARA QUÊ? ________________________________________________________
9. JÁ UTILIZOU ? ( )SIM ( )NÃO (fim)
10. PARA QUÊ? _______________________________________________________
11. FORMA DE UTILIZAÇÃO: ( ) Compressa ( ) Lavagem ( ) Outro ______________
12. LOCAL DE APLICAÇÃO: ( ) Olhos ( ) Ferimentos ( ) Lentes de contato
( ) Seios ( ) Outro _______________________
13. QUEM INDICOU? ( ) Farmácia ( ) Médico ( ) Parente ( )Outro ______________
14. OBTEVE O RESULTADO ESPERADO? ( ) SIM ( ) NÃO ( ) NÃO SEI
15. COMENTÁRIOS: ___________________________________________________
_
____________________________________________________________________
DATA: ____/____/____
______________________________________________________________
3.1.2 Protocolo de Investigação Aplicado nas Farmácias e Drogarias
Para as farmácias e drogarias, foi perguntado se vendem ou não Água
Boricada (em caso negativo, explicando o motivo), se compram sempre da mesma
marca e o motivo, qual a média de venda mensal, como se efetiva a venda
(indicação, receita médica ou a pedido do cliente), se algum fator influencia na
venda do produto (ação terapêutica, baixo preço, outro ou nenhum) e comentários.
61
Neste protocolo, consta a caracterização do estabelecimento farmacêutico
(individualizado, permissionário
19
ou unidade de rede), quem respondeu às
perguntas (farmacêutico, atendente ou proprietário) e a data em que o mesmo foi
aplicado.
Entre as 750 farmácias e drogarias existentes na cidade de Curitiba
20
, foram
selecionados aleatoriamente 84 estabelecimentos. O protocolo de investigação
(tabela 2) foi aplicado pessoalmente ou por telefone, no período de janeiro a julho de
2004.
Tabela 2 – Modelo do protocolo de investigação aplicado em farmácias e drogarias.
_______________________________________________________________________________
1. CARACTERIZAÇÃO DO ESTABELECIMENTO FARMACÊUTICO:
( ) INDIVIDUALIZADO ( ) PERMISSIONÁRIO ( ) UNIDADE DE REDE
2. VENDE ÁGUA BORICADA? ( ) SIM (Continua n.º 4) ( ) NÃO (Continua n.º 3)
3. POR QUÊ? ___________________________________________________________(fim)
4. COMPRA SEMPRE DA MESMA MARCA? ( )SIM ( ) NÃO
POR QUÊ? _____________________
5. QUAL A VENDA MENSAL (MÉDIA)?___________________________________________
6. COMO SE DÁ A VENDA (PRINCIPAL)?
( ) INDICAÇÃO ( ) RECEITA MÉDICA ( ) À PEDIDO DO CLIENTE
7. ALGUM FATOR INFLUENCIA NA VENDA DO PRODUTO?
( ) AÇÃO TERAPÊUTICA ( ) BAIXO PREÇO ( ) NENHUM ( ) OUTRO__________
_
___
8. COMENTÁRIOS: __________________________________________________________
9. QUEM RESPONDEU O QUESTIONÁRIO:
( ) FARMACÊUTICO ( ) ATENDENTE ( ) PROPRIETÁRIO
DATA: ______/______/2004
_
_______________________________________________________
_
______
3.2 AMOSTRAS
Vinte e sete amostras de Água Boricada foram adquiridas em farmácias e
drogarias dos Estados de Goiás, Minas Gerais, Rio de Janeiro, Rio Grande do Sul,
19
Permissionário é aquele que possui permissão para utilizar uma determinada marca.
20
Segundo informações do Conselho Regional de Farmácia do Estado do Paraná.
62
Paraná, Santa Catarina e São Paulo. Também foram coletadas 20 amostras pelas
Vigilâncias Sanitárias Municipais e Estadual do Paraná, em farmácias e
distribuidoras de medicamentos do Estado.
Um total de 47 amostras foi analisado, todas elas dentro do prazo de validade
especificado no rótulo dos produtos, de 25 fabricantes localizados nos Estados de
São Paulo (8), Rio de Janeiro (5), Santa Catarina (3), Minas Gerais (3), Paraná (2),
Rio Grande do Sul (2) e Goiás (2), conforme mostrado na figura 4.
Figura 4 – Distribuição dos fabricantes de Água Boricada em alguns Estados do Brasil.
Fonte: Biblioteca Virtual (2005)
Os fabricantes foram codificados pela letra “F”, seguido de um algarismo
romano. Na tabela 3, estão relacionadas as amostras com os fabricantes e o Estado
onde os mesmos estão localizados.
3
2
2
2
5
3
8
63
Tabela 3 – Relação dos fabricantes de Água Boricada, Estados e amostras.
FABRICANTE ESTADO AMOSTRAS
F1 SP 7, 16 e 33
F2 MG 17, 18, 19 e 23
F3 SC 9, 14, 20, 22, 38, 41, 43, 44 e 45
F4 GO 37
F5 PR 21 e 31
F6 PR 6
F7 RJ 4
F8 SP 11, 12 e 13
F9 MG 25 e 30
F10 RJ 8
F11 SP 26 e 29
F12 MG 40
F13 RS 32
F14 SC 42
F15 SP 35
F16 RJ 3
F17 SP 1
F18 RS 15 e 24
F19 RJ 5 e 36
F20 SP 27
F21 SC 10
F22 RJ 28 e 46
F23 GO 34
F24 SP 39 e 47
F25 SP 2
3.3 EQUIPAMENTOS E INSTRUMENTOS
No desenvolvimento desta pesquisa, foram utilizados os equipamentos e
instrumentos pertencentes às Seções de Medicamentos, Microbiologia de Alimentos,
Esterilização, Meio de Culturas e Reativos do Laboratório Central do Estado do
Paraná, relacionados na sequência.
64
3.3.1 Ensaios Físico-Químicos
Os equipamentos e instrumentos utilizados nos ensaios físico-químicos das
amostras estão relacionados na tabela 4.
Tabela 4 – Relação dos equipamentos e instrumentos utilizados nos ensaios físico-químicos.
EQUIPAMENTOS E INSTRUMENTOS UTILIZAÇÃO
BALANÇA ANALÍTICA
Marca SARTORIUS
Preparo de soluções
MEDIDOR DE pH
Marca METTLER TOLEDO MP220
Ensaio de pH
DESTILADOR DE ÁGUA
Marca FANEM
Purificação da água potável
PIPETADOR MANUAL
Marca Brand
Amostragem
3.3.2 Ensaios Microbiológicos
Os equipamentos e instrumentos utilizados nos ensaios microbiológicos das
amostras e validação das metodologias e o emprego de cada um estão dispostos na
tabela 5.
65
Tabela 5 – Relação dos equipamentos e instrumentos utilizados nos ensaios microbiológicos.
EQUIPAMENTO/ INSTRUMENTO EMPREGO
AUTOCLAVE VERTICAL
Marca Fabbe-Primar Mod. 11034
Esterilização e descontaminação dos meios de
cultura, vidrarias e outros materiais.
BALANÇA DE PRECISÃO
Marca Libror, Mod. AC 100
Preparo dos meios de cultura
BANHO – MARIA
Marca Alpha MOD B45
Preparo dos meios de cultura
BANHO-MARIA COM AGITAÇÃO
Marca Marconi Mod. Ma 159
Preparo dos meios de cultura
CÂMARA DE UV
Marca Camag
Leitura das colônias de microrganismos
CONTADOR DE COLÔNIAS
Marca Phoenix Mod. EC 550 – A
Contagem das UFC nas placas
DEIONIZADOR DE ÁGUA
Marca PERMUTION
Purificação da água potável
DESTILADOR DE ÁGUA
Marca FANEM
Purificação da água potável
ESTUFA BACTERIOLÓGICA
Marca Fanem Mod. 002 CB
Marca Quimis Mod. 316 B24
Incubação das amostras e das cepas
ESTUFA INCUBADORA BOD
Marca Marconi Mod. MA 415/S
Incubação das amostras e das cepas
FLUXO LAMINAR
Marca Trox Mod FLV Série 510
Marca Veco Mod. HL F 518
Preparo das cepas de microrganismos e inoculação
das amostras
FOGAREIRO ELÉTRICO 6 bocas
Marca Prodicil Mod 06
Preparo dos meios de cultura
FREEZER HORIZONTAL
Marca Consul Mod. 415
Guarda das cepas de microrganismos
GELADEIRA DE QUATRO PORTAS Marca
Eicon Mod. BKA
Guarda dos meios de cultura
MEDIDOR DE pH
Marca METTLER TOLEDO MP220
Preparo dos meios de cultura
MICROSCÓPIO ÓTICO
Marca Olympus
Observação das colônias de microrganismos
PIPETADOR AUTOMÁTICO
Marca Brand
Amostragem
66
3.4 REAGENTES E SOLUÇÕES
Para a execução dos ensaios analíticos, foram utilizados os reagentes e
soluções ilustrados na tabela 6.
Tabela 6 – Relação dos reagentes e soluções utilizados nos ensaios analíticos.
REAGENTE/ SOLUÇÃO UTILIZAÇÃO
Fenolftaleína SI
21
Teor de ácido bórico
Glicerina p.a.
22
Teor de ácido bórico
Solução cloreto de sódio 0,9% (fisiológica) Teste de eficácia antimicrobiana
Solução hidróxido de sódio 1 N
23
Teor de ácido bórico
Solução tampão pH 4,00 Calibração do medidor de pH
Solução tampão pH 7,00 Calibração do medidor de pH
3.5 MICRORGANISMOS DE REFERÊNCIA
Os microrganismos de referência utilizados para a verificação da capacidade
inibitória das amostras, nos controles dos meios de cultura e no ensaio para
avaliação da atividade antimicrobiana da Água Boricada, foram cepas liofilizadas de
Aspergillus niger ATCC
24
16404, Staphylococcus aureus ATCC 6538, Pseudomonas
aeruginosa ATCC 9027, Escherichia coli ATCC 8739, Candida albicans ATCC
10231, Salmonella sp. ATCC 14028 e Bacillus subtilis ATCC 6633, fornecidas pelo
Instituto de Controle de Qualidade em Saúde (INCQS).
3.6 MEIOS DE CULTURA
Para a execução dos ensaios microbiológicos, foram utilizados meios de
culturas formulados e disponíveis comercialmente. Os meios foram obtidos na forma
desidratada e preparados conforme indicação do fabricante. A relação dos meios de
21
A sigla SI significa solução indicadora.
22
A sigla p.a. significa para análise.
23
A sigla N refere-se à normalidade da solução. Esta solução foi adquirida pronta (marca Merck), com
fator de correção igual a 1,0000.
24
A sigla ATCC significa American Type Culture Collection.
67
cultura utilizados está disposta na tabela 7 e a composição dos mesmos é mostrada
no anexo 1.
Os meios de cultura foram previamente testados, quanto à sua capacidade
seletiva e nutritiva, conforme metodologias estabelecidas pela F. BRAS. IV, 1988.
Tabela 7 – Relação dos meios de cultura utilizados nos ensaios microbiológicos.
MEIO DE CULTURA UTILIZAÇÃO
Ágar Caseína de Soja
Verificação da capacidade inibitória
Contagem de bactérias
Teste de eficácia antimicrobiana
Ágar cetrimida Pesquisa de Pseudomonas
Ágar de Vogel-Johnson Pesquisa de Staphylococcus
Ágar Mac Conkey Pesquisa de E. coli
Ágar nutriente Preparo de inóculo
Ágar Sabourand Dextrose
Verificação da capacidade inibitória
Contagem de bolores e leveduras
Teste de eficácia antimicrobiana
Ágar verde brilhante Pesquisa de Salmonella
Caldo de caseína de soja Verificação da capacidade inibitória
Caldo de enriquecimento Pesquisa de patógenos
Caldo Letheen Diluição das amostras
3.7 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS NAS AMOSTRAS
Após a chegada ao laboratório, as amostras foram cuidadosamente
inspecionadas, a fim de detectar possíveis irregularidades em suas embalagens. A
seguir, foram estocadas à temperatura ambiente até o início das análises, seguindo
as recomendações dos fabricantes descritas nos rótulos dos produtos.
As amostras foram submetidas primeiramente à avaliação da embalagem e
rotulagem e, posteriormente, aos ensaios microbiológicos e físico-químicos.
68
3.7.1 Avaliação da Embalagem
As embalagens das amostras foram avaliadas quanto ao tipo de material
utilizado (vidro, plástico), coloração do frasco, presença ou ausência de lacre e a
apresentação de volume.
3.7.2 Avaliação da Rotulagem
Na avaliação da rotulagem, foram verificados os prazos de validade das
amostras, a formulação (tipo de água utilizada, concentração de ácido bórico,
presença ou ausência de conservante), presença de indicações do produto para uso
oftalmológico e de outras informações relevantes para o consumidor.
3.7.3 Ensaios Microbiológicos
As metodologias analíticas utilizadas para os ensaios microbiológicos,
constam em diversas monografias oficiais, sendo que neste trabalho foram
empregados os métodos descritos na F. BRAS. IV. (1988).
Todas as vidrarias, meios de cultura e soluções foram previamente
esterilizadas. Foram feitos controles positivos e negativos de todos os meios de
cultura, em paralelo com a realização dos ensaios nas amostras.
As amostras foram manipuladas cuidadosamente para evitar a contaminação
e, consequentemente, a obtenção de resultado falso positivo. Para tanto, antes da
abertura, as embalagens das amostras foram desinfetadas com álcool etílico 70 %
(p/v). Para a amostragem e execução das análises, foram empregadas técnicas
assépticas, as quais foram realizadas em fluxo laminar vertical, segundo
recomendações da F. BRAS. IV. (1988).
As diluições das amostras foram utilizadas logo após o preparo, não
excedendo o tempo de 60 min, conforme recomendações da monografia (JP XIV,
2001).
Antes do início dos ensaios microbiológicos (contagem de viáveis totais,
pesquisa e identificação de patógenos), as amostras foram submetidas a teste para
69
verificação da capacidade inibitória do crescimento microbiano, conforme
metodologia descrita na sequência.
3.7.3.1 Verificação da capacidade inibitória
O método consistiu em inocular uma suspensão de microrganismos de
referência em placa de Petri contendo a amostra e ágar caseína-soja e incubado em
temperatura e tempo adequados para cada microrganismo.
3.7.3.1.1 Preparo do inóculo
Inicialmente, as cepas dos microrganismos utilizados (Staphylococcus
aureus ATCC 6538, Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027, Salmonella sp. ATCC
14028, Escherichia coli ATCC 8739 e Candida albicans ATCC 10231) foram
reidratadas de acordo com as instruções que acompanharam as mesmas.
A seguir, todas as cepas foram conferidas quanto à pureza (crescimento em
meios específicos) e quanto à identidade, através de provas bioquímicas.
Após reidratação dos microrganismos, foi realizado um cultivo em meio ágar
nutriente (para bactérias) e em ágar Sabourand Dextrose (para bolores e leveduras).
As culturas foram incubadas à 30 – 35ºC por 24 h, com exceção da C. albicans, que
foi incubada à 20 – 25ºC por 48 h.
A seguir, foram feitas diluições decimais de cada uma dessas culturas,
utilizando solução fisiológica, de modo a obter uma suspensão que contenha cerca
de 100 células viáveis por ml.
3.7.3.1.2 Preparo da amostra
Foi medido 10 ml da amostra e transferido para Erlenmeyer contendo 90 ml
de caldo de caseína de soja e homogeneizado completamente por agitação (diluição
10
-1
).
70
3.7.3.1.3 Procedimento para avaliação e inativação da atividade inibitória
Alíquotas de 1 ml da amostra diluída foram transferidas para placas de Petri,
medindo 100 x 20 mm (duas para cada microrganismo). A seguir, foi adicionado 1 ml
da suspensão do microrganismo (contendo cerca de 100 células viáveis/ml) e 15 a
20 ml de meio ágar caseína-soja (para bactérias) e ágar Sabourand Dextrose (para
bolores e leveduras).
Foram preparadas duas placas para cada cepa de microrganismo sem a
amostra, para servir de controle. As placas foram incubadas a 30 – 35ºC por 48 h,
com exceção dos ensaios frente à C. albicans, que foram incubados à 20 – 25ºC por
5 dias. O crescimento parcial dos microrganismos na amostra indicou a presença de
substâncias inibidoras.
A atividade inibitória foi eliminada com a utilização do Caldo Letheen para a
diluição das amostras, o qual possui em sua composição substâncias inativadoras
(polisorbato 80 e lecitina de soja).
A eliminação da atividade inibitória foi comprovada através da repetição do
ensaio descrito e obtenção do crescimento das cepas dos microrganismos utilizados.
3.7.3.2 Contagem de viáveis totais
Para a contagem de viáveis totais, foram executados dois ensaios: um para a
detecção e contagem de bolores e leveduras e outro para a detecção e contagem de
bactérias mesófilas.
O método utilizado foi o de contagem em placas, seguindo metodologia
estabelecida pela F. BRAS. IV (1988).
3.7.3.2.1 Contagem de bolores e leveduras
Uma alíquota de 10 ml da amostra foi adicionada a 90 ml de Caldo Leethen e
homogeneizada completamente por agitação (diluição 10
-1
). Foram preparadas
diluições decimais 10
-2
e 10
-3
, utilizando o mesmo meio de cultura.
71
A seguir, alíquotas de 1 ml de cada diluição da amostra foram transferidas
para duas placas de Petri, medindo 100 x 20mm, e adicionados 15 – 20 ml de meio
ágar Sabourand Dextrose, liquefeito a 45ºC.
O conteúdo das placas foi homogeneizado manualmente, através de
movimentos rotatórios. Após solidificação do meio, as placas foram incubadas a
25ºC durante 7 dias.
Decorrido o tempo de incubação, procedeu-se à contagem do número de
colônias nas placas com até 100 colônias de fungos utilizando contador de colônias.
Foi calculada a média aritmética de cada diluição a partir dos valores obtidos das
placas. O número de microrganismos por mililitro foi calculado empregando a
equação 1. O resultado foi expresso como Unidade Formadora de Colônias por
mililitro da amostra (UFC/ml).
N
=
(P1 + P2) D (Equação 1)
2
Onde: N = número de UFC/ ml de amostra
P1 = número de colônias na placa 1
P2 = número de colônias na placa 2
D = diluição utilizada
No caso das placas de todas as diluições que não apresentaram
crescimento microbiano, o resultado foi expresso como sendo menor que uma vez a
menor diluição (< 10 UFC/ml).
3.7.3.2.2 Contagem de bactérias mesófilas
As amostras foram diluídas da mesma forma como descrito no item
3.7.3.2.1. A seguir, alíquotas de 1 ml de cada diluição da amostra foram transferidas
para 2 placas de Petri, medindo 100 x 20mm, e adicionados 15 – 20 ml de meio ágar
caseína de soja, liquefeito a 45ºC.
O conteúdo das placas foi homogeneizado manualmente através de
movimentos rotatórios. Após solidificação do meio, as placas foram incubadas a
35ºC, durante 4 dias.
Decorrido o tempo de incubação, procedeu-se à contagem do número de
colônias nas placas com até 300 colônias de bactérias, utilizando contador de
72
colônias. Calculou-se a média aritmética de cada diluição, a partir dos valores
obtidos das placas. O número de microrganismos por mililitro foi calculado
empregando a equação 1. O resultado foi expresso como Unidade Formadora de
Colônias por mililitro da amostra (UFC/ml).
No caso das placas de todas as diluições que não apresentaram
crescimento microbiano, o resultado foi expresso como sendo menor que uma vez a
menor diluição (< 10 UFC/ml).
3.7.3.3 Pesquisa de patógenos
Os seguintes patógenos foram pesquisados: P. aeruginosa, Salmonella sp.,
S. aureus e E. coli.
As metodologias adotadas serviram para a detecção de presença ou
ausência dos patógenos relacionados, em 1 g da amostra, seguindo metodologias
oficiais estabelecidas pela F. BRAS. IV (1988).
Uma alíquota de 10 ml de uma diluição 10
-1
da amostra (com caldo Letheen)
foi adicionada a 100 ml de caldo de enriquecimento. A incubação foi realizada entre
30 e 35 ºC, durante 48h.
Os ensaios descritos na sequência foram realizados a partir do crescimento
dos microrganismos no caldo de enriquecimento.
3.7.3.3.1 Pesquisa e Identificação de Pseudomonas aeruginosa
Para a pesquisa e identificação de P. aeruginosa, uma alçada do meio de
enriquecimento foi transferida para placa de Petri contendo meio ágar cetrimida e
semeado utilizando o método de estrias em superfície. A placa foi incubada a 35ºC
durante 24 – 48 h. Havendo o crescimento de colônias suspeitas, realizam-se testes
de confirmação, seguindo metodologias estabelecidas na F. BRAS. IV (1988).
3.7.3.3.2 Pesquisa e identificação de Staphylococcus aureus
Para pesquisa e identificação de S. aureus, transferiu-se uma alçada do
crescimento do caldo de enriquecimento para placa de Petri contendo meio ágar de
Vogel-Johnson, e semeado utilizando o método de estrias em superfície. A placa foi
73
incubada a 35ºC durante 24 – 48 h. Havendo o crescimento de colônias pretas,
brilhantes, circundadas por uma zona amarela, torna-se necessária a realização de
testes de confirmação, seguindo metodologias estabelecidas na F. BRAS. IV (1988).
3.7.3.3.3 Pesquisa e Identificação de Salmonella sp.
Na pesquisa e identificação de Salmonella sp., uma alçada do crescimento
no meio de enriquecimento foi transferida para placa de Petri contendo ágar verde
brilhante. A placa foi incubada a 35ºC durante 24 – 48 h. Ocorrendo a formação de
colônias grandes, vermelhas ou rosas, com halo avermelhado, torna-se necessária a
realização de testes de confirmação, seguindo metodologias estabelecidas na F.
BRAS. IV (1988).
3.7.3.3.4 Pesquisa e Identificação de Escherichia coli
Na pesquisa e identificação de E. coli, uma alçada do meio de
enriquecimento foi transferida para placa de Petri contendo meio ágar Mac Conkey e
semeado utilizando o método de estrias em superfície. As placas foram incubadas a
35ºC durante 24-48 h. Ocorrendo o crescimento de colônias de coloração vermelha
tijolo, circundadas por um halo de precipitação, torna-se necessária a execução de
testes de confirmação, seguindo metodologias estabelecidas na F. BRAS. IV (1988).
3.7.4 Ensaios Físico-Químicos
As amostras foram avaliadas quanto ao aspecto, pH da solução e teor de
ácido bórico.
3.7.4.1 Aspecto
O aspecto das amostras foi observado a olho nu, quanto à limpidez, ausência
de material estranho e coloração.
As soluções oftálmicas devem ser límpidas e isentas de partículas estranhas
(Hecht, 2000).
74
3.7.4.2 Determinação do pH
A determinação do pH foi executada pelo método potenciométrico, utilizando
medidor de pH, seguindo metodologia descrita no item V.2.19, da F. BRAS. IV
(1988).
Para a calibração do instrumento, foram empregadas soluções-tampão pH 4,0
e 7,0, visando a calibração do aparelho e a obtenção de linearidade nas respostas
em relação às alterações de potencial observadas (F. BRAS. IV, 1988).
Após a calibração do medidor de pH, o eletrodo foi imerso na amostra e
realizadas três leituras sucessivas.
O resultado da determinação do pH de cada amostra foi expresso como a
média das duas últimas leituras.
3.7.4.3 Teor de Ácido Bórico
A metodologia empregada para este ensaio baseia-se na monografia para o
ácido bórico, constante na F. BRAS. II (1959), com adaptações para a Água
Boricada: misturou-se exatamente 20 ml de água boricada com 30 ml de glicerina,
previamente neutralizada em presença de fenolftaleína (SI). Após homogeneização,
titulou-se com solução de Hidróxido de Sódio 1 N (SV), usando fenolftaleína (SI)
como indicador. Cada 1 ml de solução gasta de NaOH 1 N equivale a 0,06184 g de
H
3
BO
3
. Os cálculos foram executados de acordo com as equações 2 e 3.
Os resultados para o teor de ácido bórico em cada amostra foram registrados
como a média de quatro determinações e o limite de confiança de 95%.
g%
=
V.G. x f.c. x 0,06184 x 100
T.A.
Onde:
g% = relação percentual da quantidade de ácido bórico (em gramas) na solução (em 100 ml)
V.G. = Volume gasto na titulação (em ml)
f.c. = Fator de correção do titulante (NaOH 1 N)
T.A. = Tomada de amostra (em ml)
(Equação 2)
75
%d.d.
=
g% x 100
V.N.
Onde:
%d.d. = porcentagem do valor nominal declarado
g% = quantidade de ácido bórico (g) em 100 ml da solução
V.N. = valor nominal declarado de ácido bórico
3.8 TESTE DE EFICÁCIA ANTIMICROBIANA
Para avaliar a eficácia antimicrobiana, foram preparadas em laboratório duas
amostras de Água Boricada a 3%, empregando água purificada obtida por diferentes
processos de obtenção: por destilação e deionização. Os valores de pH e
condutividade das águas destilada e deionizada foram verificados imediatamente
após o processo de purificação (tabela 8).
As amostras foram preparadas conforme indicado na 1ª Edição da
Farmacopéia Brasileira (Silva, 1926) para a obtenção da Água Boricada. Uma das
amostras foi preparada com água destilada (amostra A) e a outra utilizando água
deionizada (amostra B).
A seguir, verificou-se o pH das duas amostras (tabela 8) e cada uma delas foi
dividida em duas partes iguais. Uma porção de cada amostra teve o pH ajustado
para 7,00, com auxílio de solução diluída de hidróxido de sódio, sendo estas porções
identificadas como amostras C e D.
Tabela 8 – Características das amostras de Água Boricada produzidas em laboratório.
AMOSTRA CARACTERÍSTICAS DA ÁGUA UTILIZADA
pH DA
PREPARAÇÃO
A
Destilada
(pH 6,10, condutividade 0,22 µS/cm)
4,37
B
Deionizada
(pH 6,06, condutividade 0,49 µS/cm)
4,28
C
Destilada
(pH 6,10, condutividade 0,22 µS/cm)
7,00
D
Deionizada
(pH 6,06, condutividade 0,49 µS/cm)
7,00
(Equação 3)
76
As amostras (figura 5) foram submetidas ao teste de eficácia antimicrobiana,
seguindo a metodologia descrita na USP 25 (2002) e utilizando inóculo das cepas
dos seguintes microrganismos: Escherichia coli ATCC 8739, Staphylococcus aureus
ATCC 6538, Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027, Candida albicans ATCC 10231
e Aspergillus niger ATCC 16404.
Além dos microrganismos determinados pela monografia, as amostras foram
testadas frente à cepa de Bacillus subtilis ATCC 6633.
Figura 5 – Fotografia das amostras de Água Boricada produzidas em laboratório.
3.8.1 Preparo do Inóculo
Inicialmente, as cepas liofilizadas de cada microrganismo foram reidradatas,
seguindo a recomendação do fornecedor. A seguir, efetuou-se a reativação das
culturas em meios apropriados em tubo inclinado, seguindo o estabelecido na tabela
9.
As superfícies de crescimento das culturas bacterianas e da C. albicans foram
lavadas com salina estéril, enquanto que para a cultura de A. niger utilizou-se salina
estéril acrescida de 0,05% de polisorbato 80. A 1ml da suspensão obtida de cada
microrganismo foi adicionada quantidade suficiente de salina estéril até obter uma
contagem de cerca de 10
8
UFC/ml.
77
O número de UFC/ml em cada suspensão foi determinado usando as
condições do meio e o tempo de incubação para recuperação microbiana listado na
tabela 9 para confirmar a UFC/ml inicial estimada.
Tabela 9 – Requisitos para reativação dos microrganismos.
MICRORGANISMO
MEIO
UTILIZADO
TEMPERATURA
DE INCUBAÇÃO
TEMPO DE
INCUBAÇÃO DO
INÓCULO
TEMPO DE
INCUBAÇÃO PARA
RECUPERAÇÃO
MICROBIANA
Staphylococcus
aureus ATCC 6538
Ágar caseína de
soja
32.5 ± 2.5º 18 – 24 h 3 – 5 dias
Pseudomonas
aeruginosa ATCC
9027
Ágar caseína de
soja
32.5 ± 2.5º 18 – 24 h 3 – 5 dias
Escherichia coli
ATCC 8739
Ágar caseína de
soja
32.5 ± 2.5º 18 – 24 h 3 – 5 dias
Candida albicans
ATCC 10231
Ágar Sabourand
Dextrose
22.5 ± 2.5º 44 – 52 h 3 – 5 dias
Aspergillus niger
ATCC 16404
Ágar Sabourand
Dextrose
22.5 ± 2.5º 6 – 10 dias 3 – 7 dias
Bacillus subtilis
ATCC 6633
Ágar caseína de
soja
22.5 ± 2.5º 18 – 24 h 3 – 7 dias
Fonte: USP 25 (2002), com exceção do B.
25
subtilis.
3.8.2 Procedimento
Seis frascos por amostra, contendo 50g de cada uma das amostras (A, B, C e
D) foram preparados. Os inóculos dos microrganismos, listados na tabela 9, foram
distribuídos, em separado, nos frascos contendo a amostra fracionada, conforme
representado na figura 6. Para as bactérias, foram inoculadas cerca de 10
6
UFC/ml e
para bolores e leveduras 10
5
UFC/ml.
A figura 7 ilustra a cabine de segurança biológica (fluxo laminar vertical),
contendo material para a execução do teste de eficácia antimicrobiana.
Os frascos contendo a amostra e o inóculo, devidamente fechados, foram
homogeneizados manualmente. Imediatamente após a homogeneização, foram
preparadas diluições decimais, utilizando caldo Letheen e preparadas duas placas
25
A sigla B. significa Bacillus.
78
de Petri (por microrganismo) e adicionado ágar caseína de soja (bactérias) e ágar
Sabourand Dextrose (bolores e leveduras). A seguir, as placas foram incubadas a
35ºC por 48h (bactérias) e a 25 ºC durante 5 a 7 dias (bolores e leveduras), a fim de
confirmar a contagem inicial do inóculo. A figura 8 representa o procedimento
esquemático das diluições e do preparo das placas.
Figura 6 – Esquema de fracionamento das amostras de Água Boricada produzidas em laboratório.
Figura 7 – Fotografia do fluxo laminar contendo material para a execução do teste de eficácia
antimicrobiana.
79
10
-
1
10
-
3
10
-
4
Os frascos, contendo a amostra e o inóculo, foram mantidos a 24 ± 1 ºC, em
incubadora BOD.
Figura 8 – Esquema da diluição das amostras e distribuição nas placas, para o teste de eficácia
antimicrobiana.
Para verificar se houve aumento ou redução da contagem inicial, após 7, 14 e
28 dias, foram realizadas contagens dos microrganismos, através de amostragens
de cada frasco, transferindo 1ml para tubos de ensaio e preparadas diluições
decimais de 10
-1
, 10
-2
, 10
-3
e 10
-4
, utilizando Caldo Letheen. De cada diluição, foram
preparadas duas placas de Petri (por microrganismo), às quais foram adicionados
meio ágar caseína de soja (bactérias) e meio ágar Sabourand Dextrose (bolores e
leveduras) e incubadas a 35 ºC por 48h (bactérias) e a 25 ºC durante 5 a 7 dias
(bolores e leveduras).
3.8.3 Expressão dos Resultados da Análise
Transcorrido o tempo de incubação, realizou-se a contagem das colônias em
cada placa, expressando o resultado como a média das contagens das duas placas
da mesma diluição como UFC/ml.
Usando a concentração inicial do inóculo, foi calculada a variação em valores
de log
10
da concentração de UFC/ml para cada microrganismo nos intervalos de 7,
14 e 28 dias, expressando a variação em termos de redução de log.
10
-
2
10
-
4
10
-
4
10
-
3
10
-
3
10
-
2
10
-
2
10
-
1
10
-
1
80
3.8.4 Critério para a Eficácia Antimicrobiana
Os requisitos para eficácia antimicrobiana são satisfatórios se as amostras
cumprirem com o critério especificado na tabela 10.
Os produtos oftálmicos são enquadrados na categoria 1, enquanto os de uso
tópico (em base aquosa) pertencem à categoria 2.
Como o Bacillus subtilis não faz parte dos microrganismos preconizados para
a execução deste teste, os resultados para este microrganismo não foram
considerados nos critérios citados na tabela 10, para a avaliação final das amostras.
Os resultados serviram apenas para verificar a eficácia antimicrobiana das amostras
de Água Boricada frente à cepa deste microrganismo.
Tabela 10 – Critérios para a eficácia antimicrobiana.
CATEGORIA MICRORGANISMOS CRITÉRIOS
Bactérias
Não menos que 1.0 log
26
de redução da contagem inicial
calculada em 7 dias; não menos que 3.0 log de redução da
contagem inicial em 14 dias e não aumentar a quantidade
de 14 a 28 dias.
1
Bolores e leveduras
Não aumentar a contagem inicial calculada em 7, 14 e 28
dias.
Bactérias
Não menos que 2.0 log de redução da contagem inicial em
14 dias e não aumentar a quantidade de 14 a 28 dias.
2
Bolores e leveduras Não aumentar a contagem inicial calculada em 14 e 28 dias.
Fonte: USP 25 (2002).
26
Redução de 1 log é igual a redução de 90,0% da população; 2 log é igual a 99,0% e 3 log é igual a
99,9% de redução da população.
4 RESULTADOS
Neste capítulo, descrevem-se os resultados dos protocolos de investigação
(aplicados à população e às farmácias e drogarias), dos ensaios analíticos das
amostras (embalagem, rotulagem, microbiológicos e físico-químicos) e do teste de
eficácia antimicrobiana da Água Boricada.
4.1 PROTOCOLOS DE INVESTIGAÇÃO
Primeiramente, apresentam-se os resultados dos protocolos de investigação
aplicados à população, seguido dos resultados nas farmácias e drogarias.
4.1.1 Protocolo de Investigação Aplicado à População
Com a utilização do protocolo de investigação constante na tabela 1, foram
entrevistadas 115 pessoas, sendo 48,70% do sexo masculino e 51,30% do sexo
feminino (figura 9).
48,7
51,3
0
20
40
60
Mas culi no Fem inino
Frequência (%)
Figura 9 – Distribuição proporcional do sexo da população entrevistada (n=115).
Dos entrevistados, 78,26% eram naturais do Paraná, sendo o restante
pertencente aos Estados de Santa Catarina (9,57%), São Paulo (8,69%), Rio
82
Grande do Sul (1,74%), Pernambuco (0,87%) e Rio de Janeiro (0,87%), conforme
exposto na figura 10.
78,26
1, 7 4
9,57
8,69
0,87 0,87
0
15
30
45
60
75
123456
Frequência (%)
Figura 10 – Distribuição proporcional da naturalidade dos entrevistados (n=115): (1) Paraná, (2) Rio
Grande do Sul, (3) Santa Catarina, (4) São Paulo, (5) Pernambuco, (6) Rio de Janeiro.
Cinco faixas etárias foram apresentadas aos entrevistados para assinalar a
faixa correspondente. O maior índice foi obtido para a faixa entre 21 e 30 anos
(29,57%) e o menor para a faixa de até 20 anos (13,04%). Observou-se uma
homogeneidade na distribuição para as outras três faixas etárias. Os resultados
estão dispostos na figura 11.
13 , 0 4
29,57
20,00
19 , 13
18 , 2 6
0
5
10
15
20
25
30
35
12345
Frequência (%)
Figura 11 – Faixa etária da população entrevistada (n=115): (1) Até 20 anos, (2) Entre 21 e 30 anos,
(3) Entre 31 e 40 anos, (4) Entre 41 e 50 anos, (5) Acima de 50 anos.
83
Sete níveis de escolaridade foram apresentados à população. A maioria dos
entrevistados estava cursando ou havia completado o nível superior (50,44%). O
menor índice observado foi para pós-graduação (1,74%). A distribuição do grau de
escolaridade dos entrevistados está representada na figura 12.
3,48
14 , 7 8
7,83
21,74
25,22 25,22
1, 7 4
0
5
10
15
20
25
30
35
1234567
Frequência (%)
Figura 12 – Grau de escolaridade dos entrevistados (n=115): (1) 1
o
grau incompleto, (2) 1º grau
completo, (3) 2º grau incompleto, (4) 2º grau completo, (5) nível superior incompleto, (6) nível superior
completo, (7) pós-graduação.
Na pesquisa realizada, 83,48% dos entrevistados conheciam a Água
Boricada, sendo que 77,39% tinham conhecimento da finalidade de uso da mesma e
57,39 % já utilizaram o produto. Os resultados estão apresentados na figura 13.
83,48
77,3 9
57,3 9
0
20
40
60
80
123
Frequência (%)
Figura 13 – Frequência das respostas de conhecimento e uso da Água Boricada (n=115): (1)
conhecem a Água Boricada; (2) conhecem a finalidade de uso do produto, (3) já utilizaram o produto.
84
Ao perguntar sobre o conhecimento do uso Água Boricada, foram obtidas 19
respostas, sendo que 71,90% da população entrevistada apontaram
espontaneamente a Água Boricada para uso oftalmológico. A distribuição
proporcional está disposta na figura 14.
20,22
16,85
13,48
10,11
8,99
7,87
3,37
2,25 2,25 2,25 2,25 2,25
1,121,121,121,121,121,121,12
0
5
10
15
20
25
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10111213141516171819
Frequência (%)
Figura 14 – Distribuição proporcional do conhecimento do uso da Água Boricada (n=89): (1)
Conjuntivite, (2) Limpeza dos olhos, (3) Antisséptico, (4) Limpeza das lentes de contato, (5) Limpeza
de ferimentos, (6) Limpeza dos olhos e limpeza de ferimentos, (7) Antisséptico e limpeza de
ferimentos, (8) Limpeza dos olhos e limpeza das lentes de contato, (9) Limpeza de seios e
conjuntivite, (10) Limpeza dos olhos e limpeza dos seios, (11) Limpeza de lentes de contato e
conjuntivite, (12) Limpeza dos olhos e pós-cirúrgico, (13) Alergia, (14) Antisséptico e limpeza dos
olhos, (15) Limpeza das lentes de contato e limpeza de ferimentos, (16) Limpeza dos seios, limpeza
de ferimentos e pós-cirúrgico, (17) Limpeza de ferimentos e conjuntivite, (18) Antisséptico, limpeza
dos olhos e limpeza de ferimentos, (19) Antisséptico, limpeza dos olhos e limpeza de lentes de
contato.
Para aqueles que responderam que já utilizaram a Água Boricada (n = 66), foi
perguntado para qual finalidade o produto foi empregado e foram obtidas 13
respostas, com as seguintes freqüências: 77,3% das respostas envolveram
aplicações oftalmológicas, sendo que 68,2% referiam-se exclusivamente a uso
ocular. A distribuição proporcional está representada na figura 15.
85
28,79
25,76
16 , 6 7
7,58
3,03 3,03 3,03 3,03 3,03
1,52 1,52 1,52 1,52
0
5
10
15
20
25
30
35
12345678910111213
Frequência (%)
Figura 15 – Distribuição proporcional da utilização da Água Boricada (n=66): (1) conjuntivite, (2)
limpeza dos olhos, (3) limpeza de ferimentos, (4) limpeza das lentes de contato, (5) alergia ocular, (6)
limpeza dos seios, (7) limpeza dos olhos e dos seios, (8) cicatrização de ferimentos, (9) limpeza dos
olhos e de ferimentos, (10) pós-cirurgia ocular, (11) limpeza dos olhos, de ferimentos e pós-cirúrgico,
(12) limpeza dos olhos e outro, (13) limpeza das lentes de contato e conjuntivite.
Quanto à forma de utilização, 77,27% responderam lavagem, 15,15%
compressas, 7,58% de ambas as formas, conforme ilustrado na figura 16.
77,27
15 , 15
7,58
0
20
40
60
80
123
Frequência (%)
Figura 16 – Distribuição proporcional da forma de utilização da Água Boricada (n=66):
(1) Lavagem, (2) Compressa, (3) Ambas as formas.
A frequência do local de aplicação do produto teve o maior índice para os
olhos (59,09%). Considerando as demais respostas que envolviam uso
86
oftalmológico, este índice sobe para 77,26%. A distribuição proporcional está
representada na figura 17.
19 , 7
7,58
3,03
4,55
3,03
1, 5 1 1, 5 1
59,09
0
20
40
60
12345678
frequência (%)
Figura 17 – Distribuição proporcional do local de aplicação da Água Boricada (n=66): (1) olhos, (2)
ferimentos, (3) lentes de contato, (4) seios, (5) olhos e ferimentos, (6) olhos e seios, (7) olhos e
piercing, (8) olhos e lentes de contato.
Através do cruzamento das respostas, verificou-se que 30,43% dos
entrevistados utilizaram o produto diretamente nos olhos, aplicando-o na forma de
lavagem.
Os entrevistados adquiriram o produto nos estabelecimentos comerciais
principalmente através de receituário médico (42,42%). A frequência está mostrada
na figura 18.
42,42
19 , 7 0
10 , 6 1
27,27
0
10
20
30
40
50
1234
Frequência (%)
Figura 18 – Frequência da forma de aquisição da Água Boricada (n=66): (1) receituário médico, (2)
indicação de parentes, (3) indicação da farmácia, (4) outras formas (indicação de amigos e literatura).
87
Quanto ao resultado esperado, 80,30% dos entrevistados acreditaram que foi
obtido o resultado esperado com o uso do produto, enquanto que 12,12% alegaram
que não tinham alcançado e 7,58% não souberam responder. A figura 19 ilustra a
frequência encontrada.
80,30
12 , 12
7,58
0
20
40
60
80
123
Frequência (%)
Figura 19 – Frequência da obtenção do resultado esperado com o uso da Água Boricada (n=66):
(1) obtiveram o resultado esperado, (2) não alcançaram o resultado esperado, (3) não souberam
responder.
4.1.2 Protocolo de Investigação Aplicado nas Farmácias e Drogarias
Com a utilização do protocolo de investigação mostrado na tabela 2, a
pesquisa foi realizada em 84 farmácias e drogarias de Curitiba, distribuídas no
centro e nos bairros, conforme ilustrado na figura 20.
Quanto aos estabelecimentos, 57,14% foram caracterizados como
individualizado, 13,10% como permissionário e 29,76% como unidade de rede. A
frequência está mostrada na figura 21.
88
Figura 20 – Distribuição dos estabelecimentos pesquisados na Cidade de Curitiba.
27
A sigla QTE significa quantidade.
REGIÃO BAIRRO QTE
27
Sítio Cercado 3 Bairro Novo
(4)
Vila Nori 1
Atuba 2
Bacacheri 1
Higienópolis 1
Tarumã 1
Boa Vista
(7)
Abranches 2
Alto Boqueirão 2
Boqueirão 2
Boqueirão
(5)
Xaxim 1
Cajuru 2
Capão da Imbuia 2
Jdim das Américas 1
Guabirotuba 3
Cajuru
(13)
Uberaba 5
Alto da Glória 1
Bigorrilho 1
Centro 18
Juvevê 1
Prado Velho 2
Mercês 1
Cristo Rei 1
Matriz
(26)
Batel 1
CIC 2
Pinheirinho 4
Tatuquara 2
Pinheirinho
(9)
Capão Raso 1
Santa Quitéria 1
Vila Guaíra 2
Água Verde 4
Novo Mundo 2
Fazendinha 1
Vila Izabel 1
Portão (12)
Vila Fanny 1
Campo Comprido 2
Santa Felicidade 4
Seminário 1
Santa
Felicidade
(8)
Vista Alegre 1
TOTAL 84
18
1
1
1
1
2
3
2
1
1
1
2
1
2
2
1
2
2
1
3
5
1
2
1
1
1
4
2
1
1 2
2
1 1
4
2
1
Divisão de Bairros e Administrações Regionais de Curitiba.
Fonte: IPPUC (2004).
89
57,14
13 , 10
29,76
5
25
45
65
Individualizado Permissionário Unidade de rede
Frequência (%)
Figura 21 – Frequência da caracterização das farmácias e drogarias entrevistadas (n=84).
Apenas um estabelecimento não vendia a Água Boricada, sendo que o
entrevistado complementou com a informação que o estabelecimento era novo.
Os questionários foram respondidos pelos atendentes no balcão (58,33%),
pelos farmacêuticos (25,00%), pelos proprietários (15,48%) e por farmacêutico que
também era proprietário (1,19%). A distribuição proporcional está ilustrada na figura
22.
58,33
25,00
15 , 4 8
1, 19
0
20
40
60
1234
Frequência (%)
Figura 22 – Frequência da função no estabelecimento de quem respondeu ao questionário (n=84):
(1) atendentes, (2) farmacêuticos, (3) proprietário, (4) farmacêutico / proprietário.
Entre os estabelecimentos que vendem Água Boricada, 30,12% responderam
que adquirem sempre da mesma marca, enquanto o restante (69,88%) não o fazem,
conforme mostra a figura 23.
90
30,12
69,88
10
30
50
70
90
SIM NÃO
Frequência (%)
Figura 23 – Frequência dos estabelecimentos que vendem Água Boricada da mesma marca (n=83).
Os motivos apontados pelas unidades para venderem a Água Boricada
sempre da mesma marca foram: 76% devido à confiabilidade e qualidade da marca,
12% responderam que é definido pelo departamento de compras do
estabelecimento, 8% devido ao preço do produto, 4% associaram preço,
confiabilidade e qualidade. A distribuição proporcional está representada na figura
24.
76,00
12,00
8,00
4,00
0,00
20,00
40,00
60,00
80,00
1234
Frequência (%)
Figura 24 – Frequência dos motivos das farmácias e drogarias para comprar Água Boricada sempre
da mesma marca (n=25): (1) confiabilidade e qualidade na marca, (2) definido pelo departamento de
compras, (3) preço do produto, (4) preço, confiabilidade e qualidade na marca.
Os estabelecimentos que não compram sempre da mesma marca,
responderam que 77,59% depende do preço ofertado para o produto, 17,24% da
91
disponibilidade no mercado e 5,17% como opção para o cliente. A distribuição
proporcional está ilustrada na figura 25.
77,59
17,24
5,17
0
20
40
60
80
123
Frequência (%)
Figura 25 – Frequência dos motivos expostos pelos estabelecimentos para não efetuar a compra de
Água Boricada sempre da mesma marca (n=58): (1) preço, (2) disponibilidade de mercado, (3) opção
para o cliente.
A venda mensal variou de um estabelecimento para outro, de 3 à 180
unidades, com média de 33,02 frascos ao mês, com desvio padrão igual a 33,28.
Sessenta e cinco estabelecimentos vendem até 40 frascos/mês, 12
estabelecimentos vendem de 41 a 80 unidades e 6 responderam que vendem acima
de 81 unidades mensais. Os estabelecimentos responderam que a maior
porcentagem de venda da Água Boricada ocorre por: solicitação do cliente (43,37%),
seguida pelo receituário médico (36,14%) e indicação no balcão (13,25%), os três
motivos anteriores estão envolvidos (6,02%) e 1,31% responderam que as maiores
porcentagens de venda ocorrem a pedido do cliente e receituário médico,
respectivamente. Os resultados estão representados na figura 26.
A frequência do fator que influencia na venda do produto ficou assim
distribuída: 49,40% devido à ação terapêutica, 36,14% não há influência, 12,05% o
preço baixo, 2,41% pela ação terapêutica e baixo preço. A distribuição proporcional
encontra-se ilustrada na figura 27.
92
43,37
36,14
13 , 2 5
6,02
1, 3 1
0
20
40
12345
Frequência (%)
Figura 26 – Frequência do motivo das vendas do produto nos estabelecimentos entrevistados (n=83):
(1) pedido pelo cliente, (2) receituário médico, (3) indicação no balcão, (4) as três opções anteriores,
(5) pedido pelo cliente e indicação no balcão.
49,4
36,14
12 , 0 5
2,41
0
20
40
1234
Frequência (%)
Figura 27 – Distribuição proporcional dos fatores que influenciam na venda da Água Boricada (n=83):
(1) ação terapêutica, (2) não há influência, (3) baixo preço, (4) ação terapêutica e baixo preço.
4.2 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS NAS AMOSTRAS
A seguir, estão descritos os resultados dos ensaios analíticos referentes à
avaliação da embalagem, rotulagem, dos ensaios microbiológicos e físico-químicos,
realizados nas amostras listadas na tabela 3.
93
4.2.1 Avaliação da Embalagem
Todos os fabricantes utilizaram frascos plásticos para acondicionar o produto.
As amostras apresentaram variação na coloração dos frascos (incolor, branca,
amarela e azul) e na transparência (semitransparente e opaco). Na tabela 11,
ilustram-se os tipos de frascos utilizados pelos fabricantes e a frequência.
Tabela 11 – Tipos de frascos das amostras de Água Boricada.
TIPO DE FRASCO COLORAÇÃO FABRICANTES
Semitransparente Incolor (56%)
F1, F2, F7, F8, F9, F11, F15, F16, F17,
F18, F19, F20, F22, F25
Amarela (4%)
F4
Azul (8%)
F3, F23
Opaco
Branca (32%)
F5, F6, F10, F12, F13, F14, F21, F24
Os fabricantes F1, F3, F4, F8, F9, F11, F14, F15, F20, F23, F24 e F25
utilizaram bico conta-gotas e tampa rosca para fechamento dos frascos. O fabricante
F5 utilizou uma tampa rosca com bico conta-gotas e uma pequena tampa de
sobrepor no bico do frasco. Os demais fabricantes (F2, F6, F7, F10, F12, F13, F16,
F17, F18, F19, F21 e F22) utilizaram apenas tampa rosca.
Todos os frascos continham lacre. Entretanto, o tipo utilizado pelos
fabricantes F12, F24 e F25 permitiu a abertura dos frascos sem rompimento dos
lacres.
O volume nominal das amostras variou de um fabricante para outro,
apresentando volumes de 95 ml (4%), 100ml (76%), 120 ml (4%), 200 ml (12%) e
1000ml (4%), conforme apresentado na tabela 12.
94
Tabela 12 – Volume nominal declarado das amostras.
VOLUME NOMINAL (ml) FABRICANTES AMOSTRAS
95 F19 5, 36
100
F1, F2, F3, F4, F5, F6, F7,
F9, F10, F12, F13, F14,
F15, F18, F20, F21, F22,
F23, F24
4, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 13, 14, 15,
16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23,
24, 25, 27, 28, 30, 31, 32, 33,
34, 35, 37, 38, 39, 40, 41, 42,
43, 44, 45, 46, 47
120 F16 3
200 F8, F 11, F25 2, 11, 26, 29
1.000 F17 1
4.2.2 Avaliação da Rotulagem
Na sequência, apresentam-se os resultados obtidos na avaliação da
rotulagem quanto à formulação, prazo de validade, indicação de uso do produto para
aplicação oftalmológica e outras informações relevantes para o consumidor.
4.2.2.1 Formulação
Dezoitos fabricantes, 72% (38 amostras), indicavam no rótulo a concentração
de ácido bórico igual a 3% e os outros sete fabricantes, 28% (9 amostras), igual a
2%.
Dez fabricantes, 40% (28 amostras), não especificaram no rótulo do produto
qual o tipo de água utilizada no preparo da Água Boricada. Nove fabricantes, 36%
(12 amostras), indicaram a utilização de água deionizada. Apenas quatro
fabricantes, 16% (4 amostras), especificaram a utilização da água destilada, que é a
recomendada para o processo de fabricação da Água Boricada (Silva, 1926; Lucas,
1959; Prista e Alves, 1973). Dois fabricantes, 8%, (3 amostras) indicaram que
seguem a formulação constante na Farmacopéia Brasileira (Silva, 1926), supondo
que a água utilizada seja a destilada.
Dezoito fabricantes, 72% (36 amostras), não declararam que é utilizado
conservante na formulação de seus produtos. Os outros sete fabricantes (28%)
indicaram que utilizaram, sendo que seis deles, 24% (10 amostras), utilizaram
metilparabeno e um fabricante, 4% (uma amostra), utilizou timerosal.
95
Na tabela 13 estão apresentadas as formulações das amostras, segundo
informações dos rótulos dos produtos, quanto à concentração nominal de ácido
bórico, tipo de água utilizada na fabricação, o conservante e a sua concentração.
Tabela 13 – Formulação das amostras de Água Boricada.
FORMULAÇÃO
FABRICANTE
Conc. ácido bórico
(g%)
Tipo de água utilizada Conservante
1 3 Não especifica Metilparabeno 0,08g%
2 3 Não especifica Não declarado
3 3 Não especifica Não declarado
4 3 Deionizada Não declarado
5 3 Não especifica Não declarado
6 2 Deionizada Timerosal 0,001g%
7 2 Destilada Não declarado
8 3 Não especifica Não declarado
9 3 Deionizada Metilparabeno (*)
10 3 Destilada Não declarado
11 3 Deionizada Metilparabeno 0,1g%
12 3 Não especifica Não declarado
13 2 Não especifica Não declarado
14 3 Não especifica Não declarado
15 3 Deionizada Metilparabeno 0,03g%
16 2 (**) Não declarado
17 3 Deionizada Não declarado
18 2 Não especifica Não declarado
19 2 Não especifica Não declarado
20 3 Deionizada Metilparabeno 0,1g%
21 2 Destilada Metilparabeno (*)
22 3 (**) Não declarado
23 3 Destilada Não declarado
24 3 Deionizada Não declarado
25 3 Deionizada Não declarado
(*) Concentração não declarada.
(**) Informa que a formulação utilizada é a constante na Farmacopéia Brasileira.
96
4.2.2.2 Prazo de validade
Diferentes prazos de validade foram observados entre os fabricantes, com
mínimo de 12 meses e máximo de 48 meses, conforme ilustrado na tabela 14.
Tabela 14 – Prazos de validade das amostras de Água Boricada.
PRAZO DE VALIDADE
(meses)
FABRICANTES AMOSTRAS
12 F16 e F25 02, 03
24
F1, F2, F5, F7, F8, F9, F10,
F13, F15, F17, F18, F19, F20,
F21, F22 e F23
01, 04, 05, 07, 08, 10, 11, 12, 13, 15,
16, 17, 18, 19, 21, 23, 24, 25, 27, 28,
30, 31, 32, 33, 34, 35, 36, 46
30 F4 37
36 F6, F11, F12, F14 e F24 06, 26, 29, 39, 40, 42, 47
48 F3 09, 14, 20, 22, 38, 41, 43, 44, 45
A maioria dos fabricantes (64%) apresentou prazo de validade de 24 meses,
sendo o menor índice (4%) para amostras com 30 e 48 meses de validade. A
distribuição proporcional dos fabricantes está disposta na figura 28.
8,00
64,00
4,00
20,00
4,00
0
20
40
60
12345
Freqência (%)
Figura 28 – Prazo de validade das amostras de Água Boricada (n=25): (1) 12 meses, (2) 24 meses,
(3) 30 meses, (4) 36 meses, (5) 48 meses.
97
4.2.2.3 Indicação de uso e outras informações
Quatorze fabricantes, 56% (F1, F4, F6, F7, F8, F12, F13, F14, F15, F19, F21,
F23, F24 e F25), representados por 20 amostras, indicaram o produto para uso
oftalmológico. O fabricante F12 indicou ao usuário que o produto pode ser aplicado
por instilação. O fabricante F1, apesar de indicar o produto para uso oftálmico,
acrescentou a inscrição “não estéril”. O fabricante F15 esclareceu que o produto só
deve ser utilizado se o mesmo estiver “límpido, incolor, inodoro e sem partículas em
suspensão ou em depósito”.
As indicações para uso oftalmológico foram: “antisséptico ocular” (10
fabricantes, 40%), tratamento da conjuntivite (4 fabricantes, 16%), nas “oftalmias” (3
fabricantes, 12%), “irritações nos olhos” (1 fabricante, 4%), “descongestionante
oftálmico, nas irritações e antibacteriano e antifúngico na limpeza ocular” (1
fabricante, 4%). Somente um fabricante orientou para procurar orientação médica,
caso persistam os sintomas.
Três fabricantes, 12% (F2, F5 e F10), representados por 7 amostras, não
fizeram menção quanto à indicação de uso do produto, sendo que um deles (F10)
não informou nem mesmo que o produto é de uso externo.
Os demais fabricantes indicaram o produto apenas como “antisséptico”, sem
indicação do local de aplicação (F3, F17, F22) ou para aplicação em ferimentos,
seios e duchas vaginais (F9, F11, F16, F18 e F20). O fabricante F18 acrescentou
que o produto pode ser utilizado em “inflamações em geral”, sem indicar o local de
aplicação.
O fabricante F11 informou ao usuário que a compressa utilizada não deve
tocar o bocal do frasco, para não contaminar a solução e que o produto não deve ser
utilizado se apresentar turvação.
Com exceção dos fabricantes F10 e F25, que não prestam qualquer
informação ao usuário, todos os demais trazem algum tipo de informação, como o
modo de usar, cuidados de conservação, precauções especiais, variando o nível de
detalhamento entre os fabricantes.
Classificando o nível de informações do rótulo, foi considerado como “bom” o
rótulo de apenas três fabricantes, 12% (F9, F11 e F15), “regular” de dez fabricantes,
98
40%, (F3, F5, F6, F12, F13, F14, F18, F19, F20, F24) e “ruim” de doze fabricantes ,
48%, (F1, F2, F4, F7, F8, F10, F16, F17, F21, F22, F23, F25).
Entre os fabricantes que não indicaram o uso oftalmológico, nenhum deles faz
qualquer restrição quanto à utilização do produto nos olhos.
4.2.3 Ensaios Microbiológicos
Nos ensaios microbiológicos, as amostras foram submetidas ao ensaio para
contagem de viáveis totais (bactérias, bolores e leveduras) e pesquisa de patógenos.
4.2.3.1 Contagem de viáveis totais
Das 47 amostras analisadas, 13 apresentaram contaminação microbiana,
representando 27,66% das amostras. Em uma amostra foi detectada a presença de
bactérias (amostra 13), enquanto que bolores e leveduras foram detectados em 12
amostras (1, 3, 4, 5, 7, 9, 14, 15, 19, 23, 34 e 38).
A figura 29 ilustra a contaminação por bolores na amostra 34, em diferentes
diluições, cuja contagem foi de 10
3
UFC/ml.
Figura 29 – Fotografia da contagem de bolores e leveduras na amostra 34.
(Placas da esquerda diluição 10
-2
e da direita 10
-1
)
Os resultados obtidos para as contagens de bactérias, bolores e leveduras
estão dispostos na tabela 15.
99
Tabela 15 – Resultados da contagem de viáveis totais nas amostras de Água Boricada.
CONTAGEM DE VIÁVEIS TOTAIS
AMOSTRA
Bactérias (UFC/ml) Bolores e leveduras (UFC/ml)
1 < 10 10
2 < 10 < 10
3 < 10 15
4 < 10 10
5 < 10 10
6 < 10 < 10
7 < 10 10
8 < 10 < 10
9 < 10 10
10 < 10 < 10
11 < 10 < 10
12 < 10 < 10
13 1,1 x 10
3
< 10
14 < 10 10
15 < 10 10
16 < 10 < 10
17 < 10 < 10
18 < 10 < 10
19 < 10 10
20 < 10 < 10
21 < 10 < 10
22 < 10 < 10
23 < 10 10
24 < 10 < 10
25 < 10 < 10
26 < 10 < 10
27 < 10 < 10
28 < 10 < 10
29 < 10 < 10
30 < 10 < 10
31 < 10 < 10
32 < 10 < 10
33 < 10 < 10
34 < 10 10
3
35 < 10 < 10
36 < 10 < 10
37 < 10 < 10
38 < 10 15
39 < 10 < 10
40 < 10 < 10
41 < 10 < 10
42 < 10 < 10
43 < 10 < 10
44 < 10 < 10
45 < 10 < 10
46 < 10 < 10
47 < 10 < 10
100
4.2.3.2 Pesquisa de patógenos
Em nenhuma das amostras analisadas foi detectada a presença dos
patógenos pesquisados, sendo o resultado expresso para todas as amostras como
“ausência/1g” .
4.2.4 Ensaios Físico-Químicos
As amostras foram avaliadas quanto ao aspecto, pH e teor de ácido bórico.
4.2.4.1 Aspecto
Todas as amostras apresentaram-se incolores. Vinte e nove amostras
(61,70%) apresentaram-se límpidas, enquanto em dezoito amostras (38,30%) foi
visualizada a presença de partículas estranhas em suspensão, as quais não
atenderam os requisitos para as soluções oftálmicas. Os resultados estão expressos
na tabela 16.
Tabela 16 – Aspecto das amostras de Água Boricada.
ASPECTO AMOSTRAS
Límpido
6, 9, 10, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 24,
27, 28, 30, 31, 33, 37, 38, 39, 40, 41, 43, 44, 45 e 47
Presença de material em suspensão
1, 2, 3, 4, 5, 7, 8, 11, 12, 25, 26, 29, 32, 34, 35, 36, 42,
e 46
4.2.4.2 Determinação do pH
O valor de pH mais baixo encontrado foi de 3,1 e o mais alto de 7,1. O valor
médio foi igual a 4,7. A maioria das amostras (total de 36) apresentou valor de pH
entre 4,0 e 5,3. Os valores de pH para cada amostra estão dispostos na tabela 17.
101
4.2.4.3 Teor de ácido bórico
O teor de ácido bórico das amostras ficou entre 64,7% e 119,0% do valor
nominal declarado. Quatro amostras (de um único fabricante) apresentaram teor de
ácido bórico bem abaixo do declarado (entre 64,7% e 65,7%). Trinta e duas
amostras apresentaram resultados dentro da faixa de 91,0 a 105,0%.
Considerando um limite máximo de variação igual a ± 10,0% em relação à
percentagem do teor declarado de ácido bórico, 19,15% das amostras analisadas
apresentaram o teor fora da faixa de 90,0 a 110,0% do declarado.
Os resultados obtidos para a concentração do ácido bórico estão
apresentados na tabela 17.
4.3 TESTE DE EFICÁCIA ANTIMICROBIANA
Os resultados obtidos no teste de eficácia antimicrobiana das amostras de
Água Boricada produzidas em laboratório e contaminadas artificialmente com cepas
de microrganismos estão descritas a seguir.
Imediatamente após a inoculação, constatou-se um nível de contaminação
inicial na ordem de 10
6
UFC/ml para cepas de bactérias (S. aureus, E. coli, P.
aeruginosa e B. subtilis) e de 10
5
UFC/ml para bolores e leveduras (C. albicans e A.
niger).
Os resultados das análises efetuadas após 7, 14 e 28 dias de incubação,
mostraram que as quatro amostras afetaram o crescimento das cepas dos
microrganismos testados, em diferentes níveis de redução, conforme o tipo do
microrganismo e da amostra.
Os menores índices de eficácia antimicrobiana, entre as quatro amostras,
pertenceram às amostras C (frente à cepa de A. niger) e D (frente às cepas de S.
aureus, P. aeruginosa, E. coli e C. albicans).
Todas as quatro amostras apresentaram efeito bacteriostático frente à cepa
de B.subtilis; os resultados mostraram um decréscimo inicial nos primeiros 7 dias,
mantendo a concentração no restante do período do teste.
102
Tabela 17 – Valores de pH e concentração de ácido bórico nas amostras de Água Boricada.
AMOSTRA VALORES DE
pH
CONC.
DECLARADA
(g%)
RESULTADO
OBTIDO
(g%)
PORCENTAGEM
DO DECLARADO
(%)
1 4,6 3 (3,15 ± 0,01) 105,0
2 4,7 3 (3,27 ± 0,01) 109,0
3 4,1 2 (2,10 ± 0,03) 105,0
4 4,3 2 (2,20 ± 0,01) 110,0
5 4,5 2 (2,08 ± 0,02) 104,0
6 4,5 2 (2,00 ± 0,01) 100,0
7 3,9 3 (3,18 ± 0,02) 106,0
8 4,0 3 (3,10± 0,01) 103,3
9 7,0 3 (2,79 ± 0,03) 93,0
10 4,7 2 (2,04 ± 0,01) 102,0
11 4,8 3 (3,24 ± 0,01) 108,0
12 4,8 3 (2,08 ± 0,01) 104,0
13 4,8 3 (3,08 ± 0,01) 102,7
14 7,0 3 (2,76 ± 0,01) 92,0
15 4,4 2 (2,19 ± 0,01) 109,5
16 4,1 3 (3,10 ± 0,01) 103,3
17 5,1 3 (1,97 ± 0,01) 65,7
18 5,3 3 (1,94 ± 0,02) 64,7
19 3,6 3 (1,95 ± 0,01) 65,0
20 7,0 3 (2,73 ± 0,02) 91,0
21 5,2 3 (2,66 ± 0,03) 88,7
22 7,0 3 (2,80 ± 0,02) 93,3
23 3,7 3 (1,96 ± 0,01) 65,3
24 4,3 2 (2,24 ± 0,02) 112,0
25 4,1 3 (3,00 ± 0,01) 100,0
26 4,0 3 (3,12 ± 0,01) 104,0
27 4,0 3 (3,14 ± 0,02) 104,7
28 4,2 3 (2,91 ± 0,03) 97,0
29 4,1 3 (3,14 ± 0,04) 104,7
30 4,2 3 (2,92 ± 0,02) 97,3
31 4,1 3 (3,01 ± 0,01) 100,3
32 4,7 2 (1,99 ± 0,02) 99,5
33 4,1 3 (3,14 ± 0,02) 104,7
34 4,9 3 (2,91 ± 0,01) 97,0
35 4,1 3 (3,05 ± 0,02) 101,7
36 4,6 2 (1,94 ± 0,02) 97,0
37 4,3 3 (2,40 ± 0,02) 80,0
38 7,0 3 (2,73 ± 0,01) 91,0
39 4,0 3 (3,03 ± 0,01) 101,0
40 4,0 3 (3,25 ± 0,01) 108,3
41 7,1 3 (2,80 ± 0,01) 93,3
42 4,3 3 (2,68 ± 0,02) 89,3
43 7,0 3 (2,80 ± 0,01) 93,3
44 4,3 3 (2,91 ± 0,01) 97,0
45 4,3 3 (2,84 ± 0,01) 94,7
46 3,1 3 (3,57 ± 0,03) 119,0
47 4,1 3 (2,88 ± 0,03) 96,0
103
As figuras 30, 31 e 32 ilustram o crescimento de cepas dos microrganismos,
durante o desenvolvimento do teste.
Na figura 30, observa-se a diferença de crescimento da cepa de C. albicans,
nas 4 amostras testadas, após 14 dias de incubação das amostras contaminadas
artificialmente, sendo que todas as placas possuem a mesma diluição (10
-2
).
A figura 31 mostra o resultado em 28 dias para a cepa de A. niger nas 4
amostras testadas. Devido à diferença de crescimento do microrganismo e o
tamanho das colônias, para facilitar a visualização, foram fotografadas as placas
referentes à diluição 10
-4
das amostras C e D, enquanto que para as amostras A e B
foram utilizadas as placas da diluição 10
-1
.
O resultado em 14 dias para as cepas de P. aeruginosa, S. aureus e E. coli
está ilustrado na figura 32. As placas mostram nitidamente a diferença de
crescimento dos microrganismos, cuja redução foi menor nas amostras C e D.
Figura 30 – Fotografia do resultado do teste de eficácia antimicrobiana aos 14 dias, para a cepa de
C. albicans nas amostras de Água Boricada produzidas em laboratório (linha superior: amostras A e
B; linha inferior: amostras C e D).
104
Figura 31 – Fotografia do resultado do teste de eficácia antimicrobiana aos 28 dias para a cepa de A.
niger nas amostras de Água Boricada produzidas em laboratório (linha superior: amostras A e B,
diluição 10
-1
; linha inferior: amostras C e D, diluição 10
-4
).
Figura 32 – Fotografia do resultado do teste de eficácia antimicrobiana aos 14 dias, para as cepas de
P. aeruginosa, S. aureus e E.coli nas amostras de Água Boricada produzidas em laboratório (foto da
esquerda amostras A e B, diluição 10
-1
; foto da direita amostras C eD, diluição 10
-2
para as placas de
S. aureus e E. coli e diluição 10
-4
para as placas de P. aeruginosa).
A figura 33 representa a redução do crescimento dos microrganismos nas
amostras contaminadas artificialmente.
Na tabela 18 estão relacionados os resultados detalhados obtidos no teste de
eficácia antimicrobiana e a tabela 19 ilustra a redução do inóculo inicial, em número
de log.
105
Figura 33 – Redução do crescimento das cepas de S. aureus, P. aeruginosa e E. coli (em número de
log) nas amostras de Água Boricada produzidas no laboratório e contaminadas artificialmente.
Staphylococcus aureus ATCC 6538
0
1
2
3
4
5
6
0 7 14 28
dias
nº log
Pseudomonas aeruginosa ATCC 9027
0
1
2
3
4
5
6
0 7 14 28
dias
nº log
Escherichia coli ATCC 8739
0
1
2
3
4
5
6
0 7 14 28
dias
nº log
106
Figura 34 – Redução do crescimento das cepas de A. niger, C. albicans e B. subtillis (em número de
log) nas amostras de Água Boricada produzidas no laboratório e contaminadas artificialmente.
Aspergillus niger ATCC 16404
0
1
2
3
4
5
6
071428
dias
nº log
Candida albicansATCC 10231
0
1
2
3
4
5
6
0 7 14 28
dias
nº log
Bacillus subtilis ATCC 6633
0
1
2
3
4
5
6
071428
dias
nº log
107
Tabela 18 – Resultados do teste de eficácia antimicrobiana nas amostras de Água Boricada produzidas em laboratório.
CONTAGEM DO INÓCULO (UFC/ml)
AMOSTRA A AMOSTRA B AMOSTRA C AMOSTRA D
CEPA
INÓCULO
INICIAL
(céls/ml)
7 Dias 14 Dias 28 Dias 7 Dias 14 Dias 28 Dias 7 Dias 14 Dias 28 Dias 7 Dias 14 Dias 28 Dias
S. aureus
ATCC 6538
3,5 x 10
6
< 10 < 10 < 10 < 10 < 10 < 10 1,3 x 10
3
3,4 x 10
2
< 10 3,6 x 10
5
1,3 x 10
4
25
P. aeruginosa
ATCC 9027
4,2 x 10
6
< 10 < 10 < 10 < 10 < 10 < 10 6,6 x 10
5
5,1 x 10
5
5,0 x 10
4
1,5 x 10
6
2,3 x 10
6
5,5 x 10
5
E. coli
ATCC 8739
7,3 x 10
6
3,6 x 10
2
< 10 < 10 3,2 x 10
3
< 10 < 10 3,6 x 10
5
3,4 x 10
3
< 10 4,2 x 10
6
1,4 x 10
6
9,2 x 10
5
C.albicans
ATCC 10231
2 x 10
5
6,3 x 10
4
3,6 x 10
3
< 10 5,8 x 10
4
2,9 x 10
3
< 10 5,7 x 10
4
7,3 x 10
3
2,0 x 10
2
1,4 x 10
5
3,4 x 10
4
7,5 x 10
2
A. niger
ATCC 16404
2 x 10
5
3,5 x 10
4
3,0 x 10
4
20 3,0 x 10
3
< 10 < 10 8,0 x 10
4
6,0 x 10
4
2,5 x 10
4
4,0 x 10
4
5,5 x 10
4
3,0 x 10
3
B. subtilis
ATCC 6633
1 x 10
6
5,7 x 10
4
8,0 x 10
4
4,0 x 10
4
6,7 x 10
4
6,9 x 10
4
2,5 x 10
4
1,4 x 10
5
1,3 x 10
5
1,3 x 10
5
1,3 x 10
5
1,5 x 10
5
1,2 x 10
5
(A) Amostra de Água Boricada preparada com água destilada, pH 4,37.
(B) Amostra de Água Boricada preparada com água deionizada, pH 4,28.
(C) Amostra de Água Boricada preparada com água destilada, pH 7,00.
(D) Amostra de Água Boricada preparada com água deionizada, pH 7,00.
108
Tabela 19 - Redução do inóculo inicial, em número de log, no teste de eficácia antimicrobiana nas amostras de Água Boricada produzidas em laboratório.
REDUÇÃO DO INÓCULO (UFC/ml)
7 DIAS 14 DIAS 28 DIAS
CEPA
INÓCULO
INICIAL
(céls/ml)
A B C D A B C D A B C D
S. aureus
ATCC 6538
3,5 x 10
6
6 6 3 1 (*) (*) 4 2 (*) (*) 6 5
P. aeruginosa
ATCC 9027
4,2 x 10
6
6 6 1 SR (*) (*) 1 SR (*) (*) 2 1
E. coli
ATCC 8739
7,3 x 10
6
4 3 1 SR 6 6 3 SR (*) (*) 6 1
C.albicans
ATCC 10231
2 x 10
5
1 1 1 SR 2 2 2 1 6 6 3 3
A. niger
ATCC 16404
2 x 10
5
1 2 1 1 SR 5 SR SR 4 (*) SR 2
B. subtilis
ATCC 6633
1 x 10
6
2 2 1 1 SR SR SR SR SR SR SR SR
(A) Amostra de Água Boricada preparada com água destilada, pH 4,37.
(B) Amostra de Água Boricada preparada com água deionizada, pH 4,28.
(C) Amostra de Água Boricada preparada com água destilada, pH 7,00.
(D) Amostra de Água Boricada preparada com água deionizada, pH 7,00.
LOG = logarítmico.
SR = Sem redução (em relação à contagem anterior).
(*) = na contagem anterior ocorreu a redução total do inóculo e não aumentou no restante do período do teste.
109
Comparando os resultados da tabela 19 com os critérios para a eficácia
antimicrobiana apresentados anteriormente (tabela 10), observou-se que as
amostras A e B cumpriram com os critérios estabelecidos para a categoria 1
(produtos oftálmicos).
A amostra C não cumpriu com os critérios para produtos oftálmicos, visto que
não reduziu o inóculo inicial de P. aeruginosa, conforme exigido pela monografia
adotada.
A amostra D não cumpriu com os critérios estabelecidos para as categorias 1
e 2 (produtos oftálmicos e de uso tópico, respectivamente), apesar da segunda
categoria exigir uma redução menor do inóculo inicial. Os níveis de redução não
atingidos da categoria 1 foram para as cepas de P. aeruginosa e E.coli (7 dias), S.
aureus, P. aeruginosa e E.coli (14 dias). Para a categoria 2, os níveis de redução
das cepas de P. aeruginosa e E.coli (14 dias) também não foram atingidos.
5 DISCUSSÃO
A prevenção de doenças infecciosas é certamente preferível que o seu
tratamento (Schein et al, 1992). Neste contexto, as amostras de Água Boricada
foram avaliadas, a fim de verificar o uso deste produto em aplicações oftalmológicas
e os possíveis riscos a que os usuários ficam expostos.
5.1 PROTOCOLOS DE INVESTIGAÇÃO
Os resultados dos protocolos de investigação comprovaram que a Água
Boricada é utilizada pela população, pois 98,81% dos estabelecimentos pesquisados
vendem o produto e 57,39% dos entrevistados já fizeram uso deste medicamento.
Nas pesquisas com a população, o índice de 42,42% para a aquisição do
produto através de receituário médico demonstrou que o produto não deixou de ser
recomendado para uso terapêutico, como indicado por Silva (1985). O fato foi
reafirmado pela pesquisa com as farmácias e drogarias, cujo índice foi de 36,14%.
Segundo Houlsby, Ghajar e Chavez (1986), o uso do ácido bórico tem sido
sustentado por pesquisas científicas envolvendo preparações oftálmicas.
Campos (2003) descreveu que autores consideraram a possibilidade de
extinção do uso do ácido bórico como medicamento, visto que há drogas mais
eficazes. Entretanto, os índices obtidos com os resultados dos dois protocolos de
investigação aplicados, indicaram que a ação terapêutica do produto foi apontada
pelos estabelecimentos entrevistados como o principal fator que influencia na venda
do produto (49,40%), enquanto 80,30% da população respondeu que obteve o
resultado esperado com o uso do produto. Esses índices indicaram que existe uma
crença sobre o valor terapêutico da Água Boricada. Além disso, Portellinha, Cai e
Belfort Jr. (1983) descreveram que o produto vem sendo testado clinicamente em
pacientes com blefarites, apresentando resultados positivos.
Em todas as faixas etárias foi elevado o índice de utilização da Água
Boricada, indicando que a mesma não está em desuso, sendo seu uso difundido de
geração em geração. O índice de 43,37% para a venda do produto pelas farmácias e
112
drogarias a partir da solicitação pelo cliente indicou que a Água Boricada é popular
entre a população pesquisada. Este índice reafirma a descrição de The Columbia
Encyclopedia (2003) que o produto é comumente utilizado em aplicações
oftalmológicas.
A média de venda de 33 frascos/mês, em conjunto com os demais resultados
descritos, evidenciaram que o produto na realidade não é obsoleto, conforme
relatado por Korolkovas e Burckhalter (1982).
5.2 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS
5.2.1 Avaliação da Embalagem e Rótulo
Nas amostras analisadas, constatou-se diferença no tipo de material
empregado na embalagem (tipo de plástico, coloração, tampa), o que poderia estar
influenciando na estabilidade do produto, conforme descreveram Prista, Alves e
Morgado (1996), Hecht (2000), Ansel, Popovich e Allen Jr (2000). Em contrapartida,
foi observada uma diferença de prazos de validade estipulados pelos fabricantes.
Não há conhecimento dos critérios considerados pelos fabricantes para
estipular o prazo de validade de seus produtos, embora os produtos comercializados
apresentassem diferentes prazos de validade (de 12 a 48 meses), mesmo quando a
formulação era basicamente a mesma, no que se refere ao tipo de água e ausência
de conservante. Entretanto, outros fatores interferem na estabilidade e,
consequentemente, no prazo de validade dos produtos, como pH da solução e
adição de conservante, conforme descreveu Hecht (2000).
Constatou-se que existem embalagens sendo comercializadas sem atender à
Legislação Sanitária Vigente (Brasil, 2000), pois o tipo de lacre utilizado por três
fabricantes não garantiu a inviolabilidade do frasco. Desta forma, não há garantias
de que o usuário adquira um frasco que não tenha sido aberto anteriormente e,
consequentemente, com possibilidade de ter ocorrido alguma alteração no produto.
Somando-se a isto, dois destes fabricantes utilizaram frascos opacos, que impede a
rápida identificação de alterações, conforme alertaram Prista, Alves e Morgado
(1996).
Por outro lado, a embalagem deve proteger o produto da incidência direta da
luz (BP, 2002), o que não acontece quando frascos transparentes são empregados,
113
pois não há uma embalagem secundária envolvendo o frasco, como acontece com
os colírios disponíveis no mercado.
A comercialização da Água Boricada em frasco de 1000ml pode representar
um risco ao usuário. Esta apresentação fornece uma duração maior do produto e o
usuário pode contaminá-lo durante o uso. A relação entre o tempo de uso e a
contaminação dos frascos foi descrita por vários autores (Geyer et al., 1995; Prista,
Alves e Morgado, 1996; Schellini et al., 2003; Kara José et al., 2003), reafirmando a
necessidade de cumprir com o determinado por monografia oficial adotada no Brasil
(BP, 2002), cujo volume máximo permitido é 200ml (a menos que o fabricante
possua autorização).
Agravando este quadro, com exceção de um fabricante, que forneceu
orientação ao usuário, não há instruções nos rótulos dos produtos quanto ao tempo
máximo de uso do produto após abertura do frasco, contrariando a BP (2002) e a
Farmacopeia Portuguesa (2002) e, tampouco, esclarecimento da forma correta de
manusear o produto, conforme citado por Äslund, Oslon e Sandell (1978), a fim de
evitar a contaminação durante o uso. Livingstone, Hanlon e Dyle (1998),
possivelmente não observaram uma correlação entre o tempo de abertura e a
contaminação dos frascos porque a avaliação realizada pelos autores foi com
frascos de colírios utilizados em um hospital, ou seja, utilizados por profissional que
certamente conhece a forma correta de manusear as preparações oftálmicas e a
diferença entre os tempos de abertura avaliados foi pequena (7 e 14 dias).
Seewoodhary e Stevens (1999) sugeriram que o profissional médico que
prescreve a medicação (ou o farmacêutico durante a dispensação) pode orientar a
forma correta de utilizar o produto. Entretanto, através dos protocolos de
investigação, constatou-se que 57,58% da população adquire a Água Boricada sem
receituário médico e, muitas vezes, o medicamento é dispensado pelo atendente do
balcão, sem a participação ativa do farmacêutico. Essas possibilidades deveriam ser
consideradas pelos fabricantes, de maneira a garantir que o usuário tenha acesso a
tais informações.
Observou-se que 48% dos fabricantes disponibilizaram escassas informações
ao usuário, quanto à forma de utilização e armazenamento, o que pode
comprometer a conservação do produto, conforme salientado por Schein et al.
(1988), Ansel, Popovich e Allen Jr (2000).
114
Nos rótulos dos produtos, observou-se que as informações eram escassas,
sendo considerado “ruim” o nível de informações prestadas por doze fabricantes
(48%). A indicação de uso do produto é incompleta, fato também observado por
Kara José et al. (2003). Diante desta situação, o usuário pode acabar utilizando o
produto em situações de risco, que exigiriam uma rápida consulta ao oftalmologista,
a fim de obter um diagnóstico preciso e evitar o agravamento do quadro patológico.
Esta possibilidade foi levantada também por Ansel, Popovich e Allen Jr (2000), os
quais salientaram que o uso indiscriminado de medicamento pode levar a
complicações graves. Acrescentaram que as situações graves que não podem ser
diagnosticadas ou tratadas com êxito pelo leigo não devem constar nos rótulos.
Levando em consideração as indicações de uso constantes nos rótulos e a utilização
por leigos, o uso da Água Boricada sem prescrição médica poderia mascarar sinais
clínicos, dificultando o diagnóstico.
O uso oftalmológico foi indicado por 56% dos fabricantes. Apesar da
Resolução RDC 277/02 (Brasil, 2002) restringir que as preparações oftálmicas não
devem apresentar concentração de ácido bórico superior a 2%, existem no mercado
produtos comercializados na concentração de 3%, constando claramente no rótulo a
indicação para uso oftalmológico.
No rótulo dos demais fabricantes não há menção de que o produto não possa
ser utilizado para a aplicação oftalmológica. Atualmente, não há nenhum
regulamento ou monografia que exija que os rótulos de Água Boricada ostentem
restrições para esta aplicação. Considerando que este medicamento é de uso
popular, podendo ser adquirido sem receituário médico, a falta de indicações no
rótulo do produto para o uso em aplicações oftalmológicas (ou sua restrição), deixa o
consumidor livre para adquirir qualquer Água Boricada disponível no comércio e
aplicá-la nos olhos.
O produto é utilizado após cirurgias, conforme comprovado através dos
protocolos de investigação aplicados à população, onde 1,52% dos entrevistados
utilizaram o produto nestas circunstâncias e a indicação por oftalmologista e
cirurgião plástico após cirurgia de catarata e blefaroplastia (Schaefer, 2003; Freitas,
2004). Entretanto, a utilização de um produto contendo conservante em sua
formulação pode afetar o processo de cicatrização, principalmente, em pacientes
idosos, conforme descrito por Baudouin e Lunardo (1998) e por Furrer, Mayer e
115
Gurny (2002), pois os conservantes interferem na reepitelização da córnea (Hoffman
et al., 1986, citado por Furrer, Mayer e Gurny (2002).
Um fabricante reconheceu a ausência de esterilidade do seu produto, ao
colocar a inscrição “não estéril” no rótulo, embora tenha indicado claramente o seu
produto para aplicação oftalmológica, desconhecendo ou ignorando o risco
envolvido. Outros fabricantes preocuparam-se com a utilização de um produto
contaminado, alertando o usuário que em determinadas alterações visuais
observadas no produto, o mesmo não deve ser utilizado ou, ainda, orientando a
forma de manuseio do frasco, a fim de evitar a contaminação do produto durante o
uso. Äslund, Olson e Sandell (1978) salientaram a necessidade de instruções
detalhadas para o manuseio dos frascos, a fim de evitar risco de contaminação das
preparações oftálmicas quando utilizadas por pessoas sem experiência.
Em todas as literaturas pesquisadas (Silva, 1926; Lucas, 1959 e Prista e
Alves, 1973), na formulação descrita para a Água Boricada, a concentração do ácido
bórico está a 3% e o tipo de água recomendada é a destilada. Entretanto, existem
no mercado produtos comercializados nas concentrações de 2 e 3%, preparados
com água destilada e deionizada (há casos em que o fabricante não informa o tipo
de água utilizada). A Resolução RDC nº 132/2003 (Brasil, 2003) prevê a isenção de
registro para produtos cuja formulação esteja inscrita na Farmacopéia Brasileira
(Silva, 1926), ou seja, para a Água Boricada a 3%. Considerando a legislação
sanitária vigente, as apresentações a 2% deveriam estar sujeitas à obtenção de
registro para comercialização. Entretanto, observou-se que nenhuma das amostras a
2% possuía registro junto ao Ministério da Saúde.
Diferenças nas formulações foram observadas também no que se refere à
presença ou ausência de conservantes. Parece que o conservante não é importante
na formulação da Água Boricada, pois apenas 7 fabricantes (28%) utilizaram tal
componente, pressupondo que foi considerado desnecessário, devido a uma
possível propriedade antimicrobiana intrínseca da solução, ou não está sendo dada
a atenção merecida para a necessidade do conservante no produto, pois a
embalagem de dose múltipla possibilita a contaminação durante o uso e o
desenvolvimento de microrganismos, conforme relatado por Äslund, Olson e Sandell
(1978), Prista, Alves e Morgado (1996), Hecht (2000), Sandman e Abelson (2002).
As Farmacopéias Européia (Farmacopea Europea, 1988), Britânica (BP,
2002) e Portuguesa (Farmacopeia Portuguesa, 2002) permitem que as formulações
116
de produtos acondicionados em embalagens de doses múltiplas não contenham
conservantes nos casos em que a preparação possua propriedades antimicrobianas
intrínsecas.
Vários estudos in vitro e in vivo apontaram o ácido bórico como uma
substância com propriedades antimicrobianas: Poe e Charkey (1949), Fayinka
(1971) citado por Sobel e Chaim (1997), Swate e Weed (1974), Watson e Duerden
(1977), Van Slyke, Michel e Rein (1981), Houlsby, Ghajar e Chavez (1986, 1988),
Meers e Chow (1990), Albuquerque, Cavalcanti e Aguiar (1992), Gauschino et al.
(2001), Del Palácio et al. (2002), Ozcan et al. (2003). Entretanto, Wilson (1996)
afirmou que mesmo as preparações com propriedades antimicrobianas intrínsecas
devem ser mantidas sob refrigeração e descartadas após 7 dias. Tais
recomendações não constavam nos rótulos das amostras analisadas.
Os conservantes utilizados pelos fabricantes foram metilparabeno e timerosal.
Entre os fabricantes que optaram pelo metilparabeno (6), dois deles não informaram
qual a concentração utilizada, não atendendo às determinações da Farmacopea
Europea (1988). Dois fabricantes empregaram uma concentração abaixo da
indicada por Hecht (2000) e Furrer, Mayer e Gurny (2002). Além disso, Hecht (2000)
descreveu que este tipo de conservante não é eficaz, sendo considerado pelo FDA
como inadequado em preparações oftálmicas.
Diante de tais relatos, há a necessidade de avaliar os tipos de conservantes
utilizados e sua concentração, a fim de cumprir com os requisitos descritos por
Ansel, Popovich e Allen Jr (2000): impedir o crescimento dos microrganismos ou
promover sua destruição, cuja ação deve ser rápida.
A concentração do conservante influencia na atividade antimicrobiana
(Eriksen, 1970). Entretanto, Ansel, Popovich e Allen Jr. (2000) descreveram que a
concentração do conservante depende de outros fatores, como a presença de outras
substâncias na formulação com capacidade inerente de conservação. As águas
boricadas disponíveis no comércio possuem concentrações de 2 e 3%, estando
dentro da faixa de concentração, considerada por Van Slyke, Michel e Rein (1981),
como inibitória para C. albicans.
Fato mais grave constatou-se com o fabricante que utilizou o timerosal, o qual
foi apontado por Furrer, Mayer e Gurny (2002) como incompatível com o ácido
bórico. Este fabricante não considerou um dos requisitos imprescindíveis na escolha
do conservante: a compatibilidade com outros componentes da formulação,
117
conforme descrito por Gangrade et al., 1996, citado por Furrer, Mayer e Gurny
(2002) e Ansel, Popovich e Allen Jr (2000).
5.2.2 Análise Microbiológica
Atualmente, a Água Boricada é fabricada e comercializada sem cumprir com a
exigência da esterilidade, apesar da necessidade de que na preparação dos
medicamentos oftálmicos tenha-se pelo menos os mesmos cuidados dispensados à
fabricação de injetáveis, conforme destacado por Prista, Alves e Morgado (1992).
A Água Boricada, como está sendo fabricada e disponibilizada no comércio
atualmente, pode constituir uma fonte de contaminação microbiológica, expondo o
usuário ao risco de desenvolver algum tipo de infecção ocular, que pode trazer
graves consequências.
Os resultados dos ensaios microbiológicos comprovaram a existência no
comércio de Água Boricada contaminada microbiologicamente, apesar das
farmacopéias exigirem a condição de esterilidade para todas as preparações de uso
oftalmológico. A principal contaminação detectada foi causada por bolores e
leveduras. Isto reafirma o relato de Prista e Alves (1973) que esta solução altera-se
com frequência, devido ao crescimento de fungos.
Não foi possível relacionar a contaminação das amostras com o pH, teor, tipo
de água utilizada, conservante e prazo de validade, possivelmente devido à
variabilidade dos parâmetros e o número de amostras analisadas.
A contaminação das amostras pode ter sido originada nas matérias-primas
(principalmente na água), nos frascos de acondicionamento do produto, no pessoal
envolvido no processo de fabricação ou do ambiente, conforme descrito por Coad,
Osato e Wilhelmus (1984) e Van Ooteghem (1995), citado por Furrer, Mayer e Gurny
(2002).
A possibilidade de soluções oftálmicas contaminadas microbiologicamente
desencadearem infecções oculares graves foi descrita por vários autores: Roizenblat
e Inomata (1982), Adams et al. (1983), Mondino et al. (1986), Schein et al. (1988,
1992), Prista, Alves e Morgado (1990, 1996), Velasco e Bermudez (1996), Chibret
(1997), Netto e Pereira (1998), Garg e Rao (1999), Klotz et al. (2000), Hecht (2000),
Fernandes et al. (2000).
118
A presença de microrganismos nas amostras de Água Boricada não significa
que o usuário venha a desenvolver algum tipo de infecção em decorrência do uso do
produto, pois vários fatores estão envolvidos neste processo: grau de virulência do
microrganismo, grau de contaminação, frequência de uso do produto,
comprometimento dos mecanismos de defesa do hospedeiro (oculares e
sistêmicos), presença de fagócitos na superfície da córnea, conforme descreveram
Roizenblat e Inomata (1982) e Lima et al. (1995), citados por Netto e Pereira (1998).
Segundo Ginsberg (1971), o ácido bórico em concentrações superiores a 2% e
temperatura entre 37 e 40 ºC, podem interferir no processo de fagocitose, o que
indica a probabilidade da Água Boricada por si só diminuir o mecanismo de defesa
do organismo. Segundo Abelson, Gifford e Chapin, (2002), os mecanismos físicos e
químicos de defesa do organismo dificultam a penetração dos microrganismos,
dificultando ou impedindo que os mesmos provoquem infecções em olhos íntegros e
indivíduos saudáveis.
Entretanto, o produto pode vir a ser utilizado por usuários com quebra do
epitélio corneal ou com doenças que facilitam o desenvolvimento de infecções, como
diabete, AIDS, em situações de stress, por idosos, entre outros, que são mais
suscetíveis às infecções (Pelczar et al., 1996; Klotz et al., 2000).
Foi constatado, através do protocolo de investigação aplicado à população,
que 30,43% dos entrevistados utilizaram o produto nos olhos na forma de lavagem,
permitindo o contato direto da Água Boricada com a mucosa ocular. A utilização de
um produto contaminado constitui uma via direta de transmissão de microrganismos,
conforme relataram Mims et al. (1999), podendo ocasionar sérias infecções aos
olhos, sobretudo, na presença de quebra do epitélio ocular, conforme descreveram
Lachman, Lieberman e Kanig (2001).
Schein et al. (1992) descreveram que pacientes que sofreram cirurgia ocular
apresentam risco de infecções oculares severas. O produto é recomendado por
médicos (Schaefer, 2003; Freitas, 2004) para uso pós-cirúrgico. O uso de uma Água
Boricada contaminada pós-cirurgia poderia desencadear um processo infeccioso,
como a endoftalmite, podendo levar o paciente a ter sérios danos irreversíveis, pois,
nestas condições, as defesas do organismo muitas vezes são insuficientes para
prevenir a perda da visão, conforme relataram Klotz et al. (2000) e Callegan et al.
(2002).
119
O fato de não ter sido detectada a presença de determinados patógenos nas
amostras não diminui o risco do produto vir a desenvolver algum tipo de dano ocular
ao usuário, visto que existem outros microrganismos que podem ocasionar danos
aos olhos, muitos classificados como não patogênicos.
É necessário considerar o risco de usuários de lentes de contato, que
apresentem ruptura na barreira de proteção ocular, devido à dificuldade de inserção
e remoção das lentes (Adams et al., 1983), utilizar um produto que não seja estéril e
que possua grandes chances de apresentar algum tipo de contaminação microbiana.
Em consequência, como relatou Garg e Rao (1999) e Miller (2000), qualquer
microrganismo pode invadir a córnea, caso os mecanismos de defesa estejam
comprometidos.
Outros fatores que reforçam a obrigatoriedade das preparações de uso
oftálmico serem estéreis, é a probabilidade da contaminação microbiana provocar
uma alteração físico-química na solução (conforme descreveram Kallings, Ringertz e
Silverstolpe, 1966; Hecht, 2000) e a dos microrganismos mortos e seus metabólitos
presentes na solução oftálmica desencadearem reações adversas (Roizenblat e
Inomata, 1982).
Diante da possibilidade de microrganismos invadirem a córnea, é impossível
discordar que a esterilidade seja fundamental nas formas farmacêuticas de
administração ocular, conforme descrito por Roizenblat e Inomata (1982), Prista,
Alves e Morgado (1990, 1992) e Hecht (2000).
Considerando a gravidade das doenças oculares e seu avanço rápido
(podendo haver perda visual e do próprio olho), a necessidade de um rápido e
correto diagnóstico (o qual depende muitas vezes de exames específicos e de difícil
alcance pela população carente), é imprescindível monitorar e garantir que as
preparações oftálmicas disponibilizadas no mercado sejam estéreis, para que estas
não sejam causadoras de infecções oculares. O quadro torna-se mais grave quando
pacientes idosos são vitimados por infecções oculares, pois muitas vezes demoram
em se queixar e, quando o fazem, não é raro dependerem de outras pessoas para
terem acesso à assistência médica, acarretando ainda mais atraso no diagnóstico e
consequentemente, ao tratamento adequado e efetivo.
É necessário considerar também a população carente, que, além de estar
mais suscetível às infecções em geral, inclusive oculares, devido às condições de
120
higiene e moradias precárias, tem ainda mais dificuldades para ter acesso à
assistência médica e exames.
5.2.3 Ensaios Físico-químicos
Amostras com material em suspensão foram detectadas, possivelmente em
decorrência de problemas no processo de fabricação ou na limpeza da embalagem
utilizada para o acondicionamento do produto, conforme descrito por Hecht (2000).
Uma grande variação na faixa de pH das amostras analisadas foi observada. As
amostras com pH próximo ao pH da lágrima (igual a 7,4) possivelmente são mais
confortáveis para o usuário (Sandman e Abelson, 2002; Abelson, Gifford e Chapin,
2002). Entretanto, pode favorecer o desenvolvimento de microrganismos (Barbosa e
Torres, 1999).
Quatro amostras apresentaram pH abaixo de 4,0, o que pode provocar
distorções no filme lacrimal, conforme descrito por Hecht (2000). Alterações no filme
lacrimal podem comprometer o mecanismo de defesa ocular, permitindo a entrada
de patógenos (Schaefer et al., 2001).
Porém, não há uma concordância entre os autores quanto ao valor mínimo de
pH admissível para uma preparação oftálmica: Garcia (2002) relatou que pH fora da
faixa de 6,6 a 9 provoca doenças; Prista, Alves e Morgado (1995) afirmaram que o
pH das soluções oftálmicas deve estar dentro da faixa de 5 a 8,5. Considerando esta
faixa, 37 amostras (78,72%) estão abaixo do limite mínimo descrito, as quais
poderiam afetar de alguma forma a superfície ocular e seus mecanismos de defesa.
Prista, Alves e Morgado (1996) afirmaram que o pH influencia
consideravelmente na estabilidade das soluções oftálmicas. Segundo Hecht (2000),
o pH deve proporcionar uma boa estabilidade para a droga. Através dos ensaios,
constatou-se uma variação nos valores de pH das amostras, o que poderia estar
proporcionando diferente estabilidade para os produtos, o que, em parte, justificaria
a diferença nos prazos de validade observados.
Campos (2003) descreveu que o ácido bórico é absorvido pela mucosa. A
absorção pode ser maior nos olhos que sofreram cirurgia (Ueno, Refojo e Abelson,
1994, citado por Abelson, Gifford e Chapin, 2002). Baseado na pesquisa realizada
por Small et al. (1997), na qual os autores comprovaram que o pH influencia na
absorção das drogas, é necessário considerar a variabilidade dos valores de pH
121
encontrados nas amostras analisadas, associando com um possível aumento da
absorção ocular do ácido bórico e, consequentemente, da toxicidade sistêmica.
Algumas amostras não apresentaram precisão da composição, o que poderia
afetar a possível ação terapêutica do produto, a eficácia antimicrobiana, alterando o
pH da formulação, interferindo na estabilidade e no conforto do usuário, conforme
relataram Prista, Alves e Morgado (1990).
5.3 EFICÁCIA ANTIMICROBIANA
Os resultados do teste mostraram que o crescimento de todas as cepas
testadas foi afetado pelas amostras de Água Boricada na concentração de 3%,
comprovando que o ácido bórico é um agente antisséptico, conforme descrito por
Korolkovas e Burckhalter (1982).
No teste realizado, verificou-se que as quatro amostras de Água Boricada
testadas apresentaram efeito bacteriostático frente à cepa de B. subtilis. Este
microrganismo, largamente distribuído no meio ambiente (água, poeira, etc), caso
esteja presente em uma amostra de Água Boricada, poderá desencadear uma
infecção ocular, de acordo com as descrições de Prista, Alves e Morgado (1996) e
Fernandes et al. (2000).
Mingoia (1967), Harvey (1986) e Parfitt (1999) afirmaram que o ácido bórico
em solução concentrada (em torno de 5%), possui propriedades bacteriostática e
fungistática. No teste desenvolvido, os resultados da pesquisa mostraram que a
solução de ácido bórico a 3% (pH ácido) também possui propriedades
bacteriostática e fungistática frente às cepas dos microrganismos testadas.
Observou-se que tanto o tipo de água utilizada para o preparo da Água
Boricada quanto o pH final da amostra interferiram na eficácia antimicrobiana, frente
às cepas de microrganismos testadas. Os resultados indicaram que em pH baixo, o
tipo de água utilizada interferiu menos na eficácia antimicrobiana que no pH neutro.
Comprovou-se que a eficácia da substância depende do pH e do tempo de
contato com os microrganismos, estando em concordância com o relato de
Korolkovas e Burckhalter (1982). Os resultados obtidos estão de acordo com o teste
realizado por Anderson e Crompton (1967), quando verificaram que a destruição das
bactérias é influenciada pelo pH, aumentando quando o pH se afasta de 7,0.
122
Variando o pH da solução, a concentração do ácido bórico e o tamanho do
inóculo, não é possível prever em que nível o crescimento dos microrganismos será
afetado. Em pesquisas anteriores, conduzidas por Houlsby, Ghajar e Chavez (1988),
não foi observada uma proporcionalidade quando o tamanho do inóculo foi alterado.
5.4 AVALIAÇÃO DAS AMOSTRAS ANALISADAS COM OS RESULTADOS DO
TESTE DE EFICÁCIA ANTIMICROBIANA
Os resultados demonstraram que as amostras de Água Boricada preparadas
no laboratório com pH 7,0 (amostras C e D) não possuem atividade antimicrobiana
intrínseca, permitindo o crescimento de vários patógenos. Desta forma, as amostras
disponíveis no comércio com pH neutro (amostras 9, 14, 20, 22, 38, 41 e 43)
possivelmente não possuem atividade antimicrobiana intrínseca, colocando em risco
o usuário, pois os frascos são dose múltipla e não há descrição nos rótulos do
acréscimo de conservante na formulação.
O teste de eficácia antimicrobiana mostrou que os produtos cuja concentração
de ácido bórico seja 3% e com valor de pH em torno de 4,3, possivelmente
apresentam atividade antimicrobiana intrínseca.
Para os produtos disponíveis comercialmente que possuem concentração de
ácido bórico abaixo de 3% e valores de pH diferentes daqueles das amostras
testadas (preparadas no laboratório), não é possível afirmar que os mesmos
possuam atividade antimicrobiana intrínseca.
Entretanto, é importante registrar que Lakkis e Fleiszig (2001) questionaram
resultados deste tipo de teste, devido a vários fatores, tal como o fato de que
somente uma cepa de cada espécie é testada. Os resultados obtidos por outros
autores sugerem a procedência de tal questionamento: Meers e Chow (1990),
descreveram a diferença de suscetibilidade entre cepas de P. aeruginosa frente a
uma solução de ácido bórico a 1%, onde somente uma cepa foi eliminada entre as
17 cepas testadas.
Desta forma, essas considerações devem ser lembradas ao se pensar em
formular uma Água Boricada, em embalagens de dose múltipla sem conservante,
não partindo do pressuposto que o produto possui atividade antimicrobiana
intrínseca para todos os microrganismos.
123
Importante também registrar que o conservante não deve ser utilizado para
obter uma solução estéril e tampouco para substituir as Boas Práticas de
Fabricação, conforme descrito por Hecht (2000) e USP 25 (2002).
6 CONCLUSÕES
Neste capítulo, apresentam-se as conclusões extraídas com a realização da
pesquisa e indicam-se as propostas de desenvolvimento de novos trabalhos, nessa
mesma linha de avaliação de tecnologia em saúde.
Por meio dos protocolos de investigação aplicados à população e nas
farmácias e drogarias, conclui-se que a Água Boricada é um produto popular,
utilizado, principalmente, para aplicação oftalmológica e continua sendo prescrita por
oftalmologistas, necessitando de um controle rígido durante a fabricação do produto,
a fim de evitar a contaminação do mesmo e, consequentemente, colocar em risco a
saúde da população.
Os resultados mostraram que um elevado índice de estabelecimentos vendem
a Água Boricada, sendo a ação terapêutica do produto o principal fator que influencia
na venda, a qual ocorre em maior frequência a pedido do cliente.
Os resultados dos procedimentos experimentais mostraram a situação crítica
dos produtos que estão sendo comercializados, pois, entre os parâmetros avaliados,
63,83% das amostras analisadas deixaram de cumprir com um ou mais requisitos
exigidos para as preparações oftálmicas, devido à: falta de precisão na composição,
presença de material em suspensão, contaminação microbiológica e
acondicionamento em frascos de grande volume, constituindo um risco para o
usuário. A utilização da Água Boricada, da forma como se encontra no comércio,
onde a condição de esterilidade não é exigida, deve ser um assunto de preocupação
para a Saúde Pública.
Agravando esta situação, os rótulos da Água Boricada ostentam poucas
informações aos consumidores, sendo imprescindível que os fabricantes dediquem
atenção especial aos dizeres de rotulagem, a fim de promover o uso correto do
medicamento, evitando a utilização inadequada do mesmo, o que pode desencadear
graves consequências ao usuário, devido à falta de instruções sobre os cuidados de
conservação e de manuseio do frasco, contra-indicações do produto, aplicações,
entre outros.
126
Isto demonstra a importância do acompanhamento por parte do Ministério da
Saúde, no que se refere à fiscalização nas indústrias farmacêuticas, elaboração e
atualização de legislações, bem como na educação da população, com o objetivo de
fornecer instruções claras para evitar a contaminação dos produtos durante a
administração e também dos riscos de uma automedicação.
Considerando a exigência da esterilidade para todos os medicamentos de uso
oftálmico; o risco que as soluções oftálmicas contaminadas podem ocasionar aos
olhos do usuário; a comprovação da existência de produtos disponíveis no comércio,
contaminados microbiologicamente, inclusive com indicação no rótulo para uso
oftalmológico; a comprovação que na atualidade o local de aplicação mais frequente
para o produto são os olhos; a possibilidade do produto ser utilizado diretamente nos
olhos após cirurgia e por usuários de lentes de contato, os quais podem apresentar
ruptura no epitélio corneal, facilitando a penetração de microrganismos; a
comprovação da utilização da Água Boricada pela população para o cuidado de
lentes de contato; e a comprovação de Água Boricada, cuja formulação não cumpre
com os critérios de eficácia antimicrobiana inerente ao produto; torna-se
imprescindível que a Água Boricada utilizada para uso oftalmológico seja estéril, com
indicação clara no rótulo do produto se o mesmo pode ou não ser utilizado nos
olhos, com instruções claras quanto à forma de utilização e cuidados no manuseio
do produto. É de extrema importância que constem instruções no rótulo quanto à
validade do produto após abertura do frasco.
Concluiu-se, ainda, que a Água Boricada pode apresentar uma eficácia
antimicrobiana intrínseca, dependendo da formulação. Constatou-se que o tipo de
água utilizado na preparação do produto interfere nesta propriedade, porém, na
literatura, não foram encontradas informações sobre esta questão.
É necessário regulamentar a fabricação e comercialização do medicamento
em questão para fins oftalmológicos, no que se refere à rotulagem , formulação (tipo
de água utilizada, pH final do produto, tipo de conservante utilizado e
concentração), acondicionamento (tamanho do frasco, utilização de frascos estéreis)
e o emprego de técnicas assépticas durante todo o processo de fabricação. Ou seja,
a Água Boricada para aplicação oftalmológica deve ser fabricada com os mesmos
cuidados e exigências de outros medicamentos de uso oftálmico.
Na adoção dos procedimentos citados, a Água Boricada fatalmente terá um
aumento de custo de produção, que, consequentemente, será repassado para o
127
valor final do produto. Entretanto, é necessário considerar que mesmo assim terá um
custo menor do que o tratamento de uma infecção, a qual pode ocasionar danos
irreversíveis ao usuário.
6.1 TRABALHOS FUTUROS
No desenvolvimento desta pesquisa, verificou-se visualmente que são
utilizadas embalagens de polietileno de diferentes tipos pelos fabricantes.
O tipo de frasco escolhido para o envase de soluções oftálmicas não deve
ceder substâncias às soluções e nem absorver delas constituintes, em especial os
conservantes, o que irá comprometer a conservação do produto (Prista, Alves e
Morgado, 1996) e, em consequência, sua eficácia e segurança.
Em 2001, o FDA solicitou o recolhimento do mercado americano de um lote
de solução de lavagem dos olhos, contendo ácido bórico, visto que o produto estava
contaminado com fenol, proveniente da embalagem, que migrou para a solução,
através da parede do frasco (FDA, 2004).
Considerando a importância de que o material empregado na fabricação da
embalagem seja inerte (Roizenblat e Inomata, 1982) e a possibilidade do mesmo
estar cedendo substâncias tóxicas ao produto (ou absorvendo constituintes da
solução), é importante avaliar a qualidade do material dos frascos utilizados no
acondicionamento da Água Boricada.
Como a diferença do tipo de frasco utilizado para o envase pode afetar a
estabilidade do produto (Prista, Alves e Morgado, 1996; Hechet, 2000; Ansel,
Popovich e Allen Jr., 2000), é importante avaliar em que nível a coloração e o grau
de transparência do frasco influenciam na estabilidade da Água Boricada,
relacionando com a formulação (concentração de ácido bórico, uso de conservante)
e o prazo de validade máximo aceitável.
Considerando que a concentração do princípio ativo influencia na ação
terapêutica, é de interesse avaliar a eficácia terapêutica da Água Boricada, nas
diferentes concentrações em que vem sendo comercializada.
O pH influencia na eficácia antimicrobiana do produto (conforme comprovado
no desenvolvimento desta pesquisa), no conforto do usuário (Sandman e Abelson,
2002; Abelson, Gifford e Chapin, 2002), na estabilidade das soluções (Prista, Alves e
Morgado, 1996) e na absorção das drogas. Como as amostras de Água Boricada
128
analisadas apresentaram uma grande variação de pH, uma pesquisa com diferentes
valores de pH no produto poderá mostrar as variações na eficácia antimicrobiana e
dos efeitos no organismo (através de testes in vivo), buscando definir uma faixa de
pH para a Água Boricada, a fim de propiciar um aumento da eficácia, uma
diminuição de possíveis efeitos tóxicos (pela diminuição da absorção), um aumento
da estabilidade do produto, não esquecendo do conforto do usuário. Esta pesquisa é
de grande interesse na tecnologia em saúde, visto que os avanços científicos devem
buscar uma melhoria na qualidade dos medicamentos.
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ANEXO 1
COMPOSIÇÃO DOS MEIOS DE CULTURA UTILIZADOS
ÁGAR CASEÍNA SOJA
Digesto pancreático de caseína ............................................................... 15,0 g
Digesto papaínico de farinha de soja ....................................................... 5,0 g
Cloreto de sódio ....................................................................................... 5,0 g
Ágar ......................................................................................................... 15,0 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 7,3 ± 0,2
(F. BRAS. IV, 1988)
ÁGAR CETRIMIDA
Digesto pancreático de gelatina ............................................................... 20,0 g
Cloreto de magnésio ................................................................................ 1,4 g
Sulfato de potássio .................................................................................. 10,0 g
Brometo de cetrimônio ............................................................................. 0,3 g
Glicerol ..................................................................................................... 10,0 ml
Ágar ......................................................................................................... 13,6 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 7,2 ± 0,2
(F. BRAS. IV, 1988)
ÁGAR NUTRIENTE
Extrato de carne ....................................................................................... 1,0 g
Extrato de levedura .................................................................................. 2,0 g
Peptona .................................................................................................... 5,0 g
Cloreto de sódio ....................................................................................... 5,0 g
Ágar ......................................................................................................... 15,0 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 7,4 ± 0,2
(FABRICANTE: OXOID)
ÁGAR MAC CONKEY
Digesto pancreático de gelatina ............................................................... 17,0 g
Digesto pancreático de caseína ............................................................... 1,5 g
Digesto péptico de tecido animal ............................................................. 1,5 g
Lactose .................................................................................................... 10,0 g
Mistura de sais biliares ............................................................................ 1,5 g
Cloreto de sódio ....................................................................................... 5,0 g
Vermelho neutro ...................................................................................... 30 mg
Cloreto de metilrosanilínio ....................................................................... 1 mg
Ágar ......................................................................................................... 13,5 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 7,1 ± 0,2
(F. BRAS. IV, 1988)
144
ÁGAR SABOURAND-DEXTROSE
Dextrose ................................................................................................... 40 g
Mistura de partes iguais de caseína tratada por suco pancreático e
digesto péptico de tecido animal ..............................................................
10 g
Ágar ......................................................................................................... 15 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 5,6 ± 0,2
(F. BRAS. IV, 1988)
ÁGAR VERDE BRILHANTE
Extrato de levedura .................................................................................. 3,0 g
Digesto péptico de tecido animal ............................................................. 5,0 g
Digesto pancreático de caseína ............................................................... 5,0 g
Lactose .................................................................................................... 10,0 g
Cloreto de sódio ....................................................................................... 5,0 g
Sacarose .................................................................................................. 10,0 g
Verde brilhante ......................................................................................... 12,5g
Vermelho de fenol .................................................................................... 80 mg
Ágar ......................................................................................................... 20,0 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 6,9 ± 0,2
(F. BRAS. IV, 1988)
ÁGAR VOGEL JOHNSON
Digesto pancreático de caseína ............................................................... 10,0 g
Extrato de levedura .................................................................................. 5,0 g
D-manitol .................................................................................................. 10,0 g
Fosfato de potássio dibásico ................................................................... 5,0 g
Cloreto de lítio .......................................................................................... 5,0 g
Glicina ...................................................................................................... 10,0 g
Vermelho de fenol .................................................................................... 25,0 mg
Ágar ......................................................................................................... 16,0 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 7,2 ± 0,2
(F. BRAS. IV, 1988)
CALDO CASEÍNA DE SOJA
Caseína tratada por suco pancreático ..................................................... 17,0 g
Farinha de soja por digestão papaínica ................................................... 3,0 g
Cloreto de sódio ....................................................................................... 5,0 g
Fosfato de potássio dibásico ................................................................... 2,5 g
Dextrose ................................................................................................... 2,5 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 7,3 ± 0,2
(F. BRAS. IV, 1988)
145
CALDO DE ENRIQUECIMENTO
Digesto pancreático de tecido animal. ..................................................... 5,0 g
Extrato de levedura ................................................................................. 1,5 g
Extrato de carne ....................................................................................... 1,5 g
Cloreto de sódio ....................................................................................... 3,5 g
Dextrose ................................................................................................... 1,0 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 8,0 ± 0,1
(F. BRAS. IV, 1988)
CALDO LETHEEN
Peptona de proteosa ................................................................................ 10,0 g
Extrato de caldo bovino ........................................................................... 5,0 g
Lecitina ..................................................................................................... 0,7 g
Polisorbato 80 .......................................................................................... 5,0 g
Cloreto de sódio ....................................................................................... 5,0 g
Água ......................................................................................................... 1000 ml
pH após esterilização: 7,0 ± 0,2
(FABRICANTE: DIFCO)
ANEXO 2
ESTATÍSTICAS DESCRITIVAS DOS PROTOCOLOS DE INVESTIGAÇÃO
APLICADOS À POPULAÇÃO (n = 115)
SEXO FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Masculino 56 48,70
Feminino 59 51,30
Total 115 100,00
NATURALIDADE FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Paraná 90 78,26
Rio Grande do Sul 2 1,74
Santa Catarina 11 9,57
São Paulo 10 8,69
Rio de Janeiro 1 0,87
Pernambuco 1 0,87
Total 115 100,00
FAIXA ETÁRIA (ANOS) FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Até 20 15 13,04
21 – 30 34 29,57
31 – 40 23 20,00
41 – 50 22 19,13
Acima de 50 21 18,26
Total 115 100,00
GRAU DE
ESCOLARIDADE
FREQUÊNCIA PERCENTUAL
1
o
. grau incompleto 4 3,48
1o. grau completo 17 14,78
2o. grau incompleto 9 7,83
2o. grau completo 25 21,74
Superior incompleto 29 25,22
Superior completo 29 25,22
Outro 2 1,74
Total 115 100,00
CONHECE ÁGUA
BORICADA?
FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Sim 96 83,48
Não 19 16,52
Total 115 100,00
SABE PARA QUÊ É
USADA?
FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Sim 89 92,71
Não 7 7,29
Total 96 100,00
148
PARA QUE É USADA FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Conjuntivite 18 20,22
Limpeza dos olhos 15 16,85
Antisséptico 12 13,48
Limpeza das lentes de contato 9 10,11
Limpeza de ferimentos 8 8,99
Limpeza dos olhos e limpeza de ferimentos 7 7,87
Antisséptico e limpeza de ferimentos 3 3,37
Limpeza dos olhos e limpeza das lentes de contato 2 2,25
Limpeza de seios e conjuntivite 2 2,25
Limpeza dos olhos e limpeza dos seios 2 2,25
Limpeza de lentes de contato e conjuntivite 2 2,25
Limpeza dos olhos e pós-cirúrgico 2 2,25
Alergia 1 1,12
Antisséptico e limpeza dos olhos 1 1,12
Limpeza das lentes de contato e limpeza de ferimentos 1 1,12
Limpeza dos seios, limpeza de ferimentos e pós-
cirúrgico
1 1,12
Limpeza de ferimentos e conjuntivite 1 1,12
Antisséptico, limpeza dos olhos e limpeza de ferimentos 1 1,12
Antisséptico, limpeza dos olhos e limpeza de lentes de
contato
1 1,12
Total 89 100,00
JÁ UTILIZOU? FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Sim 66 74,16
Não 23 25,84
Total 89 100,00
PARA QUE UTILIZOU? FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Limpeza dos olhos 17 25,76
Limpeza das lentes de contato 5 7,58
Limpeza dos seios 2 3,03
Limpeza de ferimentos 11 16,67
Cicatrização de ferimentos 2 3,03
Conjuntivite 19 28,79
Alergia 2 3,03
Pós-cirúrgico 1 1,52
Limpeza dos olhos e Limpeza dos seios 2 3,03
Limpeza dos olhos, limpeza de ferimentos e pós-
cirúrgico
1 1,52
Limpeza dos olhos e limpeza de ferimentos 2 3,03
Limpeza dos olhos e outro 1 1,52
Limpeza das lentes de contato e conjuntivite 1 1,52
Total 66 100,00
FORMA DE UTILIZAÇÃO FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Compressa 10 15,15
Lavagem 51 77,27
Compressa e lavagem 5 7,58
Total 66 100,00
149
LOCAL DE APLICAÇÃO FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Olhos 39 59,09
Ferimentos 13 19,70
Lentes de contato 5 7,58
Seios 2 3,03
Olhos e seios 2 3,03
Olhos e ferimentos 3 4,55
Olhos e Piercing 1 1,51
Olhos e lentes de contato 1 1,51
Total 66 100,00
QUEM INDICOU ? FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Farmácia 13 19,70
Médico 28 42,42
Parente 18 27,27
Outro 7 10,61
Total 66 100,00
OBTEVE O RESULTADO ESPERADO? FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Sim 53 80,30
Não 8 12,12
Não sabe 5 7,58
Total 66 100,00
ANEXO 3
ESTATÍSTICAS DESCRITIVAS DOS PROTOCOLOS DE INVESTIGAÇÃO
APLICADOS NAS FARMÁCIAS E DROGARIAS (n = 84)
CARACTERIZAÇÃO DO ESTABELECIMENTO FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Individualizado 48 57,14
Permissionário 11 13,10
Unidade de rede 25 29,76
Total 84 100,00
VENDE ÁGUA BORICADA? FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Sim 83 98,81
Não 1 1,19
Total 84 100,00
COMPRA SEMPRE DA MESMA MARCA? FREQUÊNCIA PERCENTUAL
1,00000 25 30,12
2,00000 58 69,88
Total 83 100,00
COMPRA SEMPRE DA
MESMA MARCA
NÃO COMPRA SEMPRE DA
MESMA MARCA
MOTIVO
Frequência Percentual Frequência Percentual
Preço 2 8,00 45 77,59
Confiabilidade/qualidade 19 76,00 - -
Disponibilidade de mercado - - 10 17,24
Departamento de compras 3 12,00 - -
Preço/confiab/qualidade 1 4,00
Opção para o cliente - - 3 5,17
Total 25 100,00 58 100,00
MOTIVO FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Preço 47 56,63
Confiabilidade/qualidade 19 22,89
Disponibilidade de mercado 10 12,05
Departamento de compras 3 3,61
Preço/confiab/qualidade 1 1,21
Opção para o cliente 3 3,61
Total 83 100,00
COMO SE DÁ A VENDA? FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Indicação 11 13,25
Receita médica 30 36,14
A pedido 36 43,37
Todos os anteriores 5 6,02
Indicação e a pedido 1 1,31
Total 83 100,00
152
ALGUM FATOR INFLUENCIA NA VENDA DO
PRODUTO?
FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Ação terapêutica 41 49,40
Baixo preço 10 12,05
Ação terapêutica e baixo preço 2 2,41
Nenhum 30 36,14
Total 83 100,00
QUEM RESPONDEU O QUESTIONÁRIO? FREQUÊNCIA PERCENTUAL
Farmacêutico 21 25,00
Atendente 49 58,33
Proprietário 13 15,48
Farmacêutico e proprietário 1 1,19
Total 84 100,00
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