( PDF ) Depuração de ostras de cultivo da Baía de Guaratuba Paraná Brasil

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ

HELENITA CATHARINA DALLA-LANA FORCELINI

DEPURAÇÃO DE OSTRAS DE CULTIVO

DA BAÍA DE GUARATUBA – PARANÁ – BRASIL

PONTAL DO PARANÁ

2009

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HELENITA CATHARINA DALLA-LANA FORCELINI

DEPURAÇÃO DE OSTRAS DE CULTIVO

DA BAÍA DE GUARATUBA – PARANÁ – BRASIL

Dissertação apresentada ao Curso de

Pós-Graduação em Sistemas

Costeiros e Oceânicos, Centro de

Estudos do Mar, Setor de Ciências da

Terra, Universidade Federal do

Paraná, como parte das exigências

para obtenção do título de Mestre em

Sistemas Costeiros e Oceânicos.

Orientadora: Profa. Dra. Hedda

Elisabeth Kolm

Co-orientadora: Profa Dra. Therezinha

Monteiro Abshe

PONTAL DO PARANÁ

2009

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AGRADECIMENTOS

À profa. Dra. Hedda Kolm, pela orientação, por sua paciência, pela confiança

e dedicação que depositou em mais esse trabalho. Por toda infra-estrutura

oferecida, esforço e apoio para a realização desse projeto. Pela amizade, pelo

carinho e também pelas broncas necessárias para cumprir mais essa etapa.

À profa. Dra. Theresinha Absher, pela co-orientação, por toda infra-estrutura

cedida, por todas as dicas, pela grande contribuição através do seu vasto

conhecimento em moluscos marinhos.

Ao Centro de Produção e Propagação de Organismos Marinhos, através do

Dr. Fabiano Bendhack e Dr. Moacyr Serafim, por toda infra-estrutura cedida para o

cultivo das microalgas, pelo barco para as saídas de campo e por toda ajuda e

conhecimento passados.

Ao professor César Martins, pela infra-estrutura cedida.

Aos colegas do CPPOM, Chuck, Tonho, Lineu, e especialmente ao Cássio e a

Katina, por toda ajuda, por todo esforço oferecido e por todo conhecimento

repassado. Aprendi muito com vocês!

Ao Laboratório de Biogeoquímica Marinha, através da profa. Dra. Eunice da

Costa Machado, em especial à técnica Liciane Siqueira e aos alunos Taiana e Felipe

pela grande ajuda nas análises físico-químicas realizadas nesse estudo.

Aos funcionários Ruthinha, Ronei, Abraão, João e Josias por toda ajuda

prestada.

A todos os amigos e colegas, Raquel, Manuela, Luana, Elaine, Carolina,

Felipe, Augusto, Renato, Diógenes, Marco, que me ajudaram na realização desse

projeto, trocando a água dos aquários, lavando as ostras, salgando a água e

ajudando nas análises microbiológicas.

Meus sinceros agradecimentos ao meu braço direito Augusto “Tinho”, por

toda ajuda, essencial e importantíssima, sem a qual esse projeto jamais teria sido

realizado. Muito obrigada por me ajudar a carregar e salgar a água, limpar os

aquários, lavar e alimentar as ostras, e por manter o ambiente de trabalho sempre

animado e descontraído.

Ao amigo Maikon pela enorme ajuda com as análises estatísticas a serem

utilizadas, pelo tempo e paciência quando me ensinou a trabalhar com o software R.

À minha grande amiga Lua, que me incentivou, me ajudou no laboratório

inúmeras vezes, me descontraiu nos momentos críticos, pela eterna amizade e

imenso carinho.

Às minhas amigas Tai, Vivi e Ju, por fazer da nossa casa um local divertido,

alegre, descontraído e feliz! Muito obrigada pela amizade e sinceridade de vocês.

À minha amiga Kalina, por todas as conversas, dicas e pelos momentos

descontraídos que passei contigo nos últimos meses.

Ao Fernando, pela amizade, compreensão, companhia, conversas,

palhaçadas, papos cabeça, discussões, conselhos e carinho ofertados em nossa

convivência.

À minha família, especialmente aos meus pais, Ademar e Carmem, por tudo

que me ofereceram e proporcionaram, por todas as ajudas, pelos incentivos, pelo

ombro amigo, pelos conselhos, por toda educação me que deram e por acreditarem

em mim. Muito obrigada!

À 2ª turma do PGSISCO, pelas amizades, pelas conversas e pelas terças-

festa!

RESUMO

O presente trabalho teve como objetivo estudar o grau de depuração de ostras

através de experimentos em laboratório, a fim de subsidiar informações e técnicas

para a implantação adequada da depuradora no Mercado Municipal de Guaratuba;

avaliar a contaminação por Escherichia coli da água e das ostras de dois cultivos da

Baía de Guaratuba -PR; verificar o tempo necessário para que as ostras sejam

depuradas; averiguar variabilidades do tempo de depuração e do peso das ostras

através de adição ou não de alimento (Isochrysis galbana) . Foram realizadas

coletas na primavera de 2007 e verão, outono e inverno de 2008 em dois pontos da

baía (ponto interno e ponto externo). De cada cultivo foram retiradas, por período de

amostragem, 11 dúzias de ostras, perfazendo um total de 264 organismos

analisados Simultaneamente foram coletadas amostras de água superficial para

medição de parâmetros físico-químicos (pH, salinidade, temperatura, oxigênio

dissolvido, seston, material orgânico particulado) e quantificação de E. coli. A

contaminação da água onde são feitos os cultivos foi maior no verão, e

consistentemente maior no ponto externo. A perda de peso das ostras foi verificada

em quase todos os tempos de depuração em todos os períodos estudados. A adição

de alimento só foi significativa na variação do peso das ostras no outono e no

inverno. A quantidade de E. coli nas ostras foi significativa, com valores mais

elevados no verão, e no ponto interno. Os maiores valores foram registrados no

início do experimento (0h) e os menores depois de 48h. A adição de alimento não

influenciou na quantidade de E. coli durante todo o tempo de depuração. A

quantidade de E. coli nas ostras tende a zerar entre 168h e 192h de depuração. Os

resultados mostraram que há necessidade de reformulação da legislação brasileira,

incluindo análises de E. coli em ostras a serem comercializadas. Sugere-se ainda

que sejam previstas depurações de ostras de até pelo menos 168 horas nas

depuradoras que estão sendo implantadas no litoral do Paraná.

Palavras-chave: Depuração, ostras, Escherichia coli

ABSTRACT

The objective of the present work was to study the degree of purification of oysters

through laboratory experiments, in order to supply information and techniques for the

appropriate implantation of a depuration system in the Municipal Market of

Guaratuba, built by EMATER-PR; to evaluate the contamination by E. coli in the

water and in oysters of two cultivations of Guaratuba -PR's Bay; to verify the

necessary time for the oysters´ depuration; to investigate the variability in the

purification time and in the weight of the oysters through addition or not of food

(Isochrysis galbana). Sampling in the spring of 2007 and in the summer, autumn and

winter 2008 in two points of the bay (internal point and external point) were

accomplished. From each cultivation 11 dozens of oysters were removed, at each

sampling period, coming to a total of 264 analyzed organisms. Simultaneously

samples of surface water were collected for measurement of physical-chemical

parameters (pH, salinity, temperature, dissolved oxygen, seston, particulated organic

matter) and quantification of E. coli. The contamination of the water at the cultivation

site was larger in the summer and consistently larger in the external point. The loss

of the oysters’ weight was observed in almost all the depuration times in all the

studied periods. The food addition was only significant in the variation of the oysters’

weight in autumn and winter. The amount of E. coli in the oysters was significant,

with higher values in summer, and in the internal point. The higher values were

registered in the beginning of the experiment (0h) and the lower after 48h.The

addition of food did not influence in the amount of E. coli during the whole time of

depuration. The amount of E. coli in the oysters tends to zero between 168h and

192h of depuration. The results showed that a reformulation of the Brazilian

legislation is required, including analyses of E. coli in oysters to be marketed...We

suggest that the depuration systems that are being installed at Paraná littoral should

foreseen a depuration time of at least 168h.

Key-words: Depuration, oysters, Escherichia coli.

LISTA DE FIGURAS

FIGURA 1 - Ilustração das espécies de ostras mundialmente cultivadas............................. 9

FIGURA 2 - A) Mapa do Brasil com a localização do litoral do Paraná: B) Mapa do litoral

do Paraná com a localização da Baía de Guaratuba; C) Mapa da Baía de

Guaratuba com a localização das estações de coleta.................................

FIGURA 3 - Exemplo de cultivo do tipo “long line”.................................................................

FIGURA 4 – Desenho amostral dos aquários e tempos de retiradas das ostras..................

FIGURA 5 - Ilustração da preparação das cartelas............................................................... 37

FIGURA 6 - Altura de maré da Baía de Guaratuba nos dias em que foram realizadas as

coletas................................................................................................................

FIGURA 7 - Índices pluviométricos, por estação do ano, de seis dias que antecederam a

coleta. Setas indicam o dia da coleta.................................................................

FIGURA 8 - Média dos valores absolutos da temperatura da água......................................

FIGURA 9 - Média dos valores absolutos de salinidade na água..........................................

FIGURA 10 - Média dos valores absolutos de pH na água...................................................

FIGURA 11 - Média dos valores absolutos de oxigênio dissolvido na água..........................

FIGURA 12 - Média dos valores absolutos de seston na água.............................................

FIGURA 13 - Média dos valores absolutos de MOP na água................................................

FIGURA 14 - Médias dos valores absolutos de E. coli na água............................................

FIGURA 15 - Análise dos Componentes Principais dos parâmetros físico-químicos e

biológicos estudados.......................................................................................

FIGURA 16 - Diferença entre o ganho e perda de peso das ostras na primavera................

FIGURA 17 - Diferença entre o ganho e perda de peso das ostras no verão.......................

FIGURA 18 - Diferença entre o ganho e perda de peso das ostras no outono.....................

FIGURA 19 - Diferença entre o ganho e perda de peso das ostras no inverno....................

FIGURA 20 - Representação gráfica da Análise de Variância (ANOVA) da relação do

peso com o tempo de depuração, adição ou não de alimento e réplicas de

aquário, no ponto externo................................................................................

FIGURA 21 - Representação gráfica da Análise de Variância (ANOVA) da relação do

peso com o tempo de depuração, adição ou não de alimento e réplicas de

aquário, no ponto interno.................................................................................

FIGURA 22 - Valores absolutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas na primavera...................................................................................

FIGURA 23 - Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas na primavera, no

ponto externo. A = sem alimento; B = com alimento.......................................

FIGURA 24 - Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas na primavera, no

ponto interno. A = sem alimento; B = com alimento........................................

FIGURA 25 - Valores absolutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no verão..........................................................................................

FIGURA 26 - Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no verão, no ponto

externo. A = sem alimento; B = com alimento.................................................

FIGURA 27 - Equação de regressão logaritma das ostras depuradas no verão, no ponto

interno. A = sem alimento; B = com alimento..................................................

FIGURA 28 - Valores absolutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no outono........................................................................................

FIGURA 29 - Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no outono, no

ponto externo. A = sem alimento; B = com alimento.......................................

FIGURA 30 - Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no outono, no

ponto interno. A = sem alimento; B = com alimento........................................

FIGURA 31 - Valores absolutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no inverno.......................................................................................

FIGURA 32 - Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no inverno, no

ponto externo. A = sem alimento; B = com alimento.......................................

FIGURA 33 - Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no inverno, no

ponto interno. A = sem alimento; B = com alimento........................................

FIGURA 34 - Representação gráfica da Análise de Variância (ANOVA) da relação da

quantidade de E. coli com a estação do ano, o ponto, a alimentação e o

tempo de depuração, no ponto externo...........................................................

FIGURA 35 - Representação gráfica da Análise de Variância (ANOVA) da relação da

quantidade de E. coli com a estação do ano, o ponto, a alimentação e o

tempo de depuração, no ponto interno............................................................

LISTA DE TABELAS

TABELA 1 – RESULTADOS DA ANÁLISE DE VARIÂNCIA (ANOVA) COMPARANDO

OS DIFERENTES FATORES QUE INFLUENCIARAM O GANHO OU

PERDA DE PESO DAS OSTRAS................................................................

TABELA 2 - RESULTADOS DA ANÁLISE DE VARIÂNCIA (ANOVA) COMPARANDO

OS DIFERENTES FATORES QUE INFLUENCIARAM NA

QUANTIDADE DE E.COLI NAS OSTRAS................................................

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO................................................................................................................. 8

1.1 ASPECTOS DA AQUICULTURA.................................................................................. 8

1.2 CONTAMINAÇÃO EM MOLUSCOS BIVALVES.......................................................... 11

1.3 BACTÉRIAS ENTÉRICAS............................................................................................ 13

1.4 ENFERMIDADES ASSOCIADAS AO CONSUMO DE MOLUSCOS........................... 14

1.5 DEPURAÇÃO DE MOLUSCOS BIVALVES................................................................. 15

1.6 LEGISLAÇÃO NACIONAL E INTERNACIONAL.......................................................... 17

1.7 ESTUDOS DE CONTAMINAÇÃO DE OSTRAS REALIZADOS NO LITORAL

PARANAENSE.................................................................................................................... 20

1.8 OBJETIVOS.................................................................................................................. 21

1.8.1 Objetivo geral............................................................................................................. 21

1.8.2 Objetivos específicos................................................................................................. 21

2 ÁREA DE ESTUDO......................................................................................................... 23

3 MATERIAL E MÉTODOS................................................................................................ 28

3.1 ATIVIDADES DE CAMPO............................................................................................. 28

3.2 MARÉ............................................................................................................................ 28

3.3 PLUVIOSIDADE............................................................................................................ 29

3.4 AMOSTRAS DE ÁGUA SUPERFICIAL........................................................................ 29

3.4.1 Temperatura da água................................................................................................ 29

3.4.2 Salinidade.................................................................................................................. 29

3.4.3 Potencial hidrogeniônico............................................................................................ 30

3.4.4 Oxigênio dissolvido.................................................................................................... 30

3.4.5 Seston e matéria orgânica particulada...................................................................... 30

3.4.6 Escherichia coli.......................................................................................................... 31

3.5 CULTIVO DE ORGANISMO ALIMENTO...................................................................... 32

3.6 DEPURAÇÃO DAS OSTRAS....................................................................................... 34

3.6.1 Avaliação da perda de peso das ostras durante o processo de depuração.............. 35

3.6.2 Análises de Escherichia coli...................................................................................... 36

3.7 ANÁLISES ESTATÍSTICAS.......................................................................................... 38

4 RESULTADOS................................................................................................................ 39

4.1 MARÉ............................................................................................................................ 39

4.2 PLUVIOSIDADE............................................................................................................ 39

4.3 ÁGUA SUPERFICIAL................................................................................................... 40

4.3.1 Temperatura.............................................................................................................. 40

4.3.2 Salinidade.................................................................................................................. 41

4.3.3 pH............................................................................................................................... 41

4.3.4 Oxigênio dissolvido.................................................................................................... 42

4.3.5 Seston e matéria orgânica particulada...................................................................... 43

4.3.6 Escherichia coli.......................................................................................................... 44

4.4 ANÁLISE DOS COMPONENTES PRINCIPAIS............................................................ 44

4.5 OSTRAS....................................................................................................................... 45

4.5.1 Variação do peso das ostras..................................................................................... 45

4.5.1.1 Coleta de primavera................................................................................................ 46

4.5.1.2 Coleta de verão....................................................................................................... 46

4.5.1.3 Coleta de outono..................................................................................................... 47

4.5.1.4 Coleta de inverno.................................................................................................... 48

4.5.1.5 Análises estatísticas da variação do peso das ostras............................................ 49

4.5.2 Depuração das ostras coletas na primavera............................................................. 52

4.5.3 Depuração das ostras coletas no verão.................................................................... 54

4.5.4 Depuração das ostras coletadas no outono.............................................................. 57

4.5.5 Depuração das ostras coletadas no inverno.............................................................. 59

4.5.6 Análise de Variância por quantidade de Escherichia coli.......................................... 62

5 DISCUSSÃO.................................................................................................................... 66

6 CONCLUSÕES E SUGESTÕES..................................................................................... 73

REFERÊNCIAS.................................................................................................................. 75

ANEXOS............................................................................................................................. 83

1 INTRODUÇÃO

1.1 ASPECTOS DA AQÜICULTURA

A aqüicultura se apresenta como uma alternativa viável para suprir parte da

carência de alimentos e seu desenvolvimento tem contribuído para a redução do

extrativismo e da pesca predatória repercutindo de forma positiva na preservação

dos ecossistemas (ROCZANSKI et al. 2000). As atividades aqüícolas, dentre elas a

maricultura, estão em plena expansão no mundo e também no Brasil, onde estão

suprindo os problemas sociais e econômicos gerados pelo declínio da pesca

extrativista (ASSAD; BURSZTYN, 2000).

Nos últimos anos, a aqüicultura tem-se desenvolvido simultaneamente através

da diversificação e do incremento da produção das principais espécies cultivadas.

Um número cada vez maior de países vem dedicando-se ao cultivo de organismos

aquáticos de alto valor econômico. Calcula-se que o ritmo atual de crescimento

desta atividade já alcança 8% ao ano. Este padrão de crescimento contrasta com

aqueles vigentes nos setores de criação de gado e pesca, cujas taxas não

ultrapassam, respectivamente, os valores de 3 e 1,5% ao ano (RANA et al., 1996;

RANA, 1997).

As espécies de ostras mundialmente cultivadas são: Ostrea edulis – ostra

plana, européia; Ostrea lúrida – ostra limpa; Crassostrea angulata – ostra

portuguesa; Crassostrea gigas - ostra do Pacífico, japonesa; Crassostrea

rhizophorae – ostra do mangue; Crassostrea brasiliana – ostra da pedra e

Crassostrea virginica – ostra americana (Figura 1).

A- Ostrea edulis; B - Ostrea lúrida; C - Crassostrea angulata; D - Crassostrea gigas; E -

Crassostrea rhizophorae; F - Crassostrea virginica; G – Crassostrea brasiliana.

FIGURA 1 – Ilustração das espécies de ostras mundialmente cultivadas.

De acordo com o relatório publicado pela “Food and Agriculture Organization

of the United Nations” (FAO, 2004) a comercialização mundial de ostras

provenientes de aqüicultura, em 2002, foi de 4.317.380 toneladas. Embora o Brasil

não seja um grande consumidor de ostras, elas têm uma boa aceitação no mercado,

principalmente em regiões litorâneas, onde são também consumidas pelas

populações locais.

No Brasil, as pesquisas sobre cultivos de ostras e mexilhões iniciaram-se na

década de 1970 e têm se desenvolvido principalmente com o cultivo da ostra

japonesa (Crassostrea gigas), a ostra nativa (Crassostrea rhizophorae) e o mexilhão

Perna perna (POLI, 1999). Entretanto, segundo Absher (com. pess.) existe ainda no

Brasil a Crassostrea brasiliana facilmente confundida com a Crassostrea

rhizophorae.

Atualmente a ostreicultura no Brasil, seja ela na fase comercial ou

experimental, está presente em vários estados, entre eles: Bahia, Pernambuco,

Sergipe, Ceará, Maranhão, São Paulo, Rio de Janeiro e, em especial, Santa

Catarina, que é o maior produtor da espécie exótica Crassostrea gigas (PANORAMA

DA AQUICULTURA, 2001).

As ostras nativas de maior interesse econômico pertencem ao gênero

Crassostrea (C. rhizophorae e C. brasiliana) da família Ostreidae. Elas são

eurialinas, adaptadas ao ambiente estuarino. A distribuição geográfica da ostra C.

rhizophorae abrange a região sul do Caribe, Venezuela, Suriname e Brasil até o

Uruguai (RIOS, 1994). Essa espécie ocupa a zona entremarés, prendendo-se às

raízes de Rhizophora mangle e quando presente em praias fixa-se em rochas.

Nas últimas décadas a Crassostrea gigas, originária do Japão, China e

Coréia, foi introduzida no Brasil para cultivos controlados.Segundo Polli et al. (1988)

essa espécie foi trazida para o Brasil em 1974, pelo Instituto de Pesquisas da

Marinha em Cabo Frio-RJ. A ostra japonesa desenvolve-se em águas com

temperaturas entre 11 e 25°C e salinidades entre 14 e 35% (AKABOSHI, 1979).

As conseqüências sócio-econômicas das atividades de cultivo têm sido

marcantes, apontando seus efeitos em curtíssimo prazo, já que os resultados aqui

no Brasil podem ser vistos em menos de um ano. Na perspectiva social de

atendimento a geração de emprego e renda e fornecimento de alimento de alto valor

protéico, a implantação dos cultivos representa mais uma opção rentável aos

pescadores artesanais e para os que optaram por serem maricultores ou trabalhar

com os produtos da maricultura. Os primeiros projetos para cultivos experimentais

com objetivo comercial foram os de ostras e mariscos e estes se desenvolveram

simultaneamente em diversos pontos do litoral brasileiro. Nesses cultivos, é

importante a seleção da área, pois, esta deve oferecer algumas condições básicas a

uma exploração eficiente, quais sejam: a) o local deve ser protegido da ação dos

ventos, correntes e ondas; b) as correntes e o fluxo das marés devem favorecer a

renovação da água; c) a quantidade de nutrientes da água deve ser suficiente para

suprir as necessidades das ostras, moluscos e larvas; d) a salinidade e temperatura

da água devem estar de acordo com as exigências das espécies a serem cultivadas;

e) a área deve ser livre das “marés vermelhas” e, f) deve ser protegida de detritos

industriais e domésticos (MACHADO, 2002).

No cenário paranaense a ostreicultura surge como atividade produtiva que

pode contribuir para melhoria das condições de vida das populações tradicionais e

para a preservação dos recursos naturais. No Complexo Estuarino de Paranaguá, o

cultivo da Crassostrea rhizophorae ou ostra do mangue é desenvolvido em pequena

escala por comunidades de pescadores artesanais como alternativa de incremento

no rendimento econômico familiar fortemente comprometido por períodos de defeso

ou de baixa produtividade pesqueira. A atuação de instituições que, através de

trabalhos de extensão, buscavam alternativas sustentáveis de geração de renda

para as populações tradicionais foi decisiva para o desenvolvimento da ostreicultura

em várias comunidades (CALDEIRA, 2004).

Da mesma forma, na Baía de Guaratuba existem cultivos de pequeno porte

nas proximidades da cidade homônima, que incrementam o rendimento econômico

familiar dos moradores da região.

1.2 CONTAMINAÇÃO EM MOLUSCOS BIVALVES

Os bivalves possuem um eficiente mecanismo de filtração que permite

acumular, a partir da água em que são cultivados ou extraídos, inúmeros

microorganismos, armazenando assim, uma flora bacteriana muito rica (KINNE,

1983). Assim sendo, apesar de não contraírem doenças bacterianas, os moluscos

filtradores podem agir como portadores de microorganismos patogênicos humanos

(VILLALOBOS; ELQUEZABAL, 2001, SILVA et al., 2003, CLAYTON 2006, PEREIRA

et al. 2006).

Dessa forma esses organismos podem acumular, quando mantidos em águas

poluídas por dejetos de animais homeotérmicos, grandes quantidades de bactérias,

como as dos gêneros Salmonella, Escherichia e Shigella, vírus entéricos e

protozoários, entre outros, o que os transforma em problema de Saúde Pública,

abalando o prestígio desses alimentos junto à população.O consumo desses

moluscos na forma crua ou levemente cozidos agrava o problema.

A maior concentração de microorganismos encontra-se no intestino,

brânquias e muco superficial destes organismos. Suas duas valvas são mantidas

ligeiramente abertas e o alimento, que provém de um fluxo de água entra, passando

através das cavidades do manto, pelas brânquias. Essas funcionam como um filtro e

concentram partículas orgânicas, algas microscópicas e organismos planctônicos

que lhe servem como alimento (CORRÊA, 2006). A capacidade filtradora de uma

ostra pode chegar a 10 L de água por hora e cerca de 200L por dia (WARD, 1996).

De acordo com Liang et al. (2004) esses moluscos também podem concentrar

contaminantes químicos como metais pesados, compostos organoclorados,

hidrocarbonetos e elementos radioativos. Devido a essa capacidade de bioacumular,

os moluscos bivalves são importantes bioindicadores de alterações ambientais,

assim como biomarcadores para o monitoramento de contaminação no ambiente

aquático.

O número e tipo de microorganismos encontrados no molusco recém

capturado são influenciados por diversos fatores, tais como: localização geográfica

da captura (lugares mais populosos geram maior contaminação), estação do ano e

método de captura (BEIRÃO et al., 2000).

Os problemas sanitários que afetam os produtos da aqüicultura, incluindo

aqueles que interessam particularmente aos países em desenvolvimento, foram

analisados pela FAO/OMS na Tailândia em julho de 1997, e associados com a

contaminação biológica e química que podem ocorrer durante o cultivo destes

animais. O grupo identificou e avaliou a quantificação dos perigos potenciais e como

controlá-los, na prática, com programas aplicados no âmbito nacional e internacional

(LUPIN, 1999 apud Beirão et al., 2000). As toxinfecções alimentares provocadas por

parasitas (tremátodos), bactérias patogênicas, resíduos de agrotóxicos,

medicamentos veterinários e metais pesados foram os principais perigos

identificados. As razões para a preocupação são diversas, incluindo as más práticas

de cultivo, a poluição ambiental e os hábitos culturais tradicionais de preparação e

consumo destes alimentos. Existem muitos métodos de cultivo utilizados na

aqüicultura no âmbito mundial, variando desde a produção em pequena escala ou

sistemas de subsistência, até operações comerciais intensivas. As potencialidades

dos perigos variam segundo o sistema de cultivo, práticas de manejo e condições do

meio ambiente (BEIRÃO et al., 2000).

1.3 BACTÉRIAS ENTÉRICAS

As enterobactérias são bacilos Gram-negativos e embora possam ser

encontradas amplamente na natureza, a maioria habita os intestinos do homem e

dos animais, seja como membro da microbiota normal ou como agentes de infecção

(TRABULSI et al., 2002).

Na família Enterobateriaceae são encontradas algumas espécies residentes

permanentes, outras apenas em uma parte da população e outras são somente

agentes de doenças. Alguns dos gêneros incluídos nesta família são Escherichia,

Salmonella, Shigella, Klebsiella, Serratia, Proteus, Yersinia, Erwinia e Enterobacter

(TORTORA et al., 2002).

As enterobactérias podem causar infecções intestinais e extra-intestinais. As

que causam infecções intestinais são geralmente chamadas enteropatogênicas e

incluem várias categorias de Escherichia coli, todos os sorotipos de Shigella, quase

todos os sorotipos de Salmonellas e alguns de Yersinias enterocolitica. Embora

primariamente sejam enteropatogênicas, algumas salmonelas e Yersinias costumam

atravessar a mucosa intestinal causando bacteremia e infecções em diferentes

órgãos. Estudos recentes sugerem que Providencia, Hafnia e Citrobacter podem ser

enteropatogênicas. Os demais gêneros de enterobactérias são patogênicas somente

para outros órgãos e tecidos que não o aparelho digestivo, ou seja, vivem

normalmente nos intestinos, mas são patogênicas para outros órgãos e tecidos. Os

fatores que determinam a virulência das enterobactérias, para o intestino humano,

incluem adesinas, toxinas e substâncias ainda não identificadas que promovem a

invasão do epitélio intestinal (TRABULSI et al., 2002).

A família das enterobactérias é responsável por 50% das infecções

nosocomiais, que são freqüentemente causadas por E. coli, Klebsiella spp.,

Enterobacter spp., Proteus spp. e Serratia spp. (HOLT, 1994).

1.4 ENFERMIDADES ASSOCIADAS AO CONSUMO DE MOLUSCOS

O risco de enfermidades oriundas do consumo de moluscos é um problema

reconhecido há muitos anos, tanto pela indústria de alimentos quanto pelas agências

de saúde.

Nos Estados Unidos, entre todos os casos de doenças alimentares, o

consumo de frutos do mar responde por 10-19% dos casos, sendo que 9% vão a

óbito. Em quinze anos de estudos sobre essas doenças em Nova Iorque, os frutos

do mar foram indicados como veículos de transmissão em 19% dos casos. Destes,

moluscos bivalves (ostras e mexilhões) foram responsáveis por 64% das

intoxicações. Em países com grande consumo de frutos do mar, ou onde eles são

tradicionalmente consumidos crus, uma grande porcentagem dos surtos está

relacionada ao consumo dos moluscos. Na Austrália, 20% das intoxicações

alimentares são relacionadas a esse consumo; na China, a ingestão de frutos do

mar responde por 70% das intoxicações (BUTTI et al., 2004).

Altas concentrações de Escherichia coli em bivalves e ingerida através do

consumo dos próprios moluscos, além de indicadora de possível contaminação

destes organismos com microorganismos patogênicos humanos de veiculação

hídrica, segundo Vieira (2004), pode causar pelo menos seis tipos de infecções

intestinais.

A E. coli enteropatogênica (EPEC) é a principal causa da diarréia infantil,

sendo responsável por cerca de 30% dos casos de diarréia aguda em crianças com

idade inferior a seis meses. As EPEC são associadas a uma diarréia intensa,

geralmente acompanhada de dores abdominais, vômitos e febre. A doença pode ter

duração de 6 horas até 3 dias. A infecção por E. coli enterotoxigênica (ETEC) é

chamada de diarréia do viajante, ataca adultos de países desenvolvidos, em visitas

a áreas onde a infecção (contraída por alimentos e águas contaminadas) por ETEC

é endêmica. Os sintomas provocados por esse tipo de bactéria são diarréia aquosa,

febre baixa, dores abdominais e náuseas, e quando intensa, causa diarréia severa

semelhante à da cólera, muitas vezes provocando desidratação. A E. coli

enteroinvasora (EIEC) causa infecções freqüentes em crianças maiores e adultos,

onde a transmissão se dá por água e/ou alimentos contaminados, bem como pelo

contato interpessoal. Os sintomas são diarréia profusa, cólicas abdominais, febre,

dor de cabeça e dores musculares. Já a E. coli entero-hemorrágica (EHEC) é uma

doença caracterizada por dores abdominal severas, diarréia aguda com grande

quantidade de sangue nas fezes e ausência de febre. A E. coli enteroagregativa

(EAEC) está associada à diarréia infantil persistente, que pode durar mais de 14

dias. Finalmente a E. coli difusamente aderente (DAEC) causa diarréia aquosa sem

ocorrência de sangue na maioria dos pacientes infectados (VIEIRA, 2004).

Além de doenças relacionadas com a presença de bactérias, vírus e

protozoários, ainda há a possibilidade de doenças causadas por ingestão de

moluscos bivalves contaminados por biotoxinas produzidas por esses

microrganismos e também por microalgas, como dinoflagelados. Essas biotoxinas

podem ser causadoras de diarréias e paralisias (YEN et al.,2005).

1.5 DEPURAÇÃO DE MOLUSCOS BIVALVES

O princípio da depuração é a manutenção dos moluscos, por um determinado

tempo, em contato com água limpa sob condições controladas, a fim de que, através

do processo de filtração, os organismos patogênicos presentes nos tecidos sejam

excretados nas fezes e pseudofezes (RICHARDS, 1988).

A depuração satisfatória depende dos parâmetros ambientais associados à

qualidade da água utilizada. Apesar de a depuração ser um processo natural para os

moluscos bivalves, pode-se melhorar os resultados se o ambiente ao qual os

moluscos são expostos (tanques de depuração) for trabalhado de forma a minimizar

as variações ambientais (RICHARDS,1991). A temperatura da água, a salinidade, o

teor de oxigênio dissolvido, a turbidez e a concentração de fitoplâncton podem afetar

o processo de depuração. Esses fatores devem ser controlados pois a atividade

fisiológica, a taxa de filtração e as respostas comportamentais dos moluscos podem

variar em resposta ao ambiente de depuração (RODRICK et al., 2003).

Existem três tipos de sistemas de depuração: (i) os tanques de depuração que

funcionam com água do mar limpa e fresca injetada continuamente através de uma

bomba (sistema de fluxo contínuo), (ii) os tanques onde a água pode ser substituída

em intervalos determinados (Batch-process) e (iii) tanques de sistema fechado de

circulação (RICHARDS, 2003).

O fluxo contínuo é o mais econômico desde que os sistemas de depuração

estejam localizados em locais próximos à fonte de água limpa. O batch-process,

assim como o fluxo contínuo também apresenta a necessidade de uma fonte

adequada de água, mas a substituição da água não pode ocorrer em intervalos

grandes demais, pois podem tornar esse processo ineficiente. Os sistemas fechados

de circulação de água são os mais utilizados e necessitam igualmente de uma fonte

de água limpa, mas essa água, uma vez coletada é recirculada pelo sistema,

passando por tratamentos para descontaminação (RODRICK et al., 2003).

Os principais aspectos a serem considerados na escolha do sistema são o

custo de implantação, custo operacional, facilidade e custo de manutenção,

desempenho (eficiência), efeitos residuais e tempo de contato necessário

(SUPLICY, 1998).

Existem vários métodos para desinfecção da água a ser utilizada no processo

de depuração. O tratamento químico da água através da cloração é amplamente

usado principalmente por sua conhecida capacidade desinfetante e também pela

fácil manipulação. Entretanto, as formas livres do cloro interferem na capacidade de

filtração dos moluscos. A estratégia para eliminar os efeitos do cloro sobre os

moluscos é neutralizá-lo com Tiosulfato de Sódio, que no entanto, também pode

provovar inibição de filtração (BOYD, 1996). Além disso, o uso de água clorada pode

afetar a qualidade do produto final, modificando a aparência e o gosto dos moluscos.

Outro método utilizado é a ozonização. O gás ozônio inativa os

microorganismos podendo também reagir com outros compostos presentes na água

do mar aumentando o efeito desinfetante. A vantagem do ozônio em relação ao

cloro é a não alteração do gosto e da aparência dos moluscos (CORRÊA, 2006).

O processo de esterilização da água através do tratamento com luz ultravioleta

(UV) é um método amplamente utilizado nos Estados Unidos e Reino Unido

(RODRICK et al., 2003). Os raios ultravioletas atuam sobre os ácidos nucléicos,

causando danos progressivos à célula bacteriana. O principal mecanismo de ação

da radiação UV é a quebra da estrutura de dupla- hélice do DNA e a formação de

dímeros de timina. Quando a célula absorve uma alta dose de radiação, ocorre a

ruptura da membrana celular, causando a morte biológica da mesma (UPADHYAYA

et al., 2004).

1.6 LEGISLAÇÃO NACIONAL E INTERNACIONAL

No Brasil, o Conselho Nacional de Meio Ambiente (CONAMA), órgão que

estabelece padrões e normaliza os parâmetros de qualidade da água, determina, na

Resolução nº 357, de 17 de março de 2005 que a água salina ou salobra utilizada

para o cultivo de moluscos bivalves destinados à alimentação humana não deverá

exceder 43 coliformes termotolerantes por 100 mililitros de água, de uma média

geométrica da densidade desses coliformes, e um mínimo de 15 amostras coletadas

no mesmo local. O percentual 90% não deverá ultrapassar 88 coliformes

termolerantes por 100 mililitros. Esses índices deverão ser mantidos em

monitoramento anual com um mínimo de cinco amostras. A E. coli pode ser

determinada em substituição ao parâmetro coliformes termotolerantes de acordo

com limites estabelecidos pelo próprio Conselho Nacional do Meio Ambiente. Nessa

mesma resolução são dados os parâmetros físico-químicos das águas de cultivo que

devem ser monitorados, como carbono orgânico total, pH, oxigênio dissolvido e

presença de elementos químicos como os metais pesados chumbo e mercúrio

(BRASIL, 2005). A partir de 1995, de acordo com o Instituto Brasileiro do Meio

Ambiente, o controle da qualidade das áreas de cultivo tornou-se responsabilidade

dos próprios maricultores (SUPLICY, 1998).

A Resolução - RDC nº 12, de 2 de janeiro de 2001 da Agência Nacional de

Vigilância Sanitária (ANVISA) somente prevê limites para estafilococos coagulase

positivos e de Salmonella sp. em moluscos bivalves "in natura", resfriados ou

congelados, não consumidos crus (BRASIL, 2001). A portaria nº. 685, de 27 de

agosto de 1998 (BRASIL, 1998) estabelece os limites máximos de tolerância de

contaminantes químicos para os alimentos. Para peixes e produtos de pesca, os

metais pesados avaliados são antimônio, chumbo, arsênio, cobre, cádmio, cromo,

mercúrio, níquel e zinco.

O Serviço de Inspeção de Produto Animal do Ministério da Agricultura,

Pecuária e Abastecimento (MAPA), através do Serviço de Inspeção Federal (SIF),

emite um certificado de inspeção sanitária quando a comercialização de moluscos

bivalves for para fora das fronteiras estaduais onde é cultivado. A falta de

conhecimento das origens do produto e consequentemente dos certificados acaba

por limitar o comércio dos moluscos. Essa certificação funciona como uma inspeção

de qualidade, que informa a procedência dos produtos vendidos. Para que o

produtor venha a conseguir esse registro, precisa seguir uma série de

determinações exigidas pelo Ministério da Agricultura, que vão desde medidas para

construção das instalações, roupas usadas pelos funcionários e uma certificação de

qualidade microbiológica da origem do produto (RIGOTTO, 2003).

Através do decreto nº 5.564, de 19 de outubro de 2005, foi instituído o Comitê

Nacional de Controle Higiênico-Sanitário de Moluscos Bivalves - CNCMB, com a

finalidade de estabelecer e avaliar os requisitos necessários para a garantia da

qualidade higiênico-sanitária dos moluscos bivalves, visando à proteção da saúde da

população e a criação de mecanismos seguros para o comércio nacional e

internacional. (BRASIL, 2005).

As legislações que vigoram internacionalmente são extremamente rigorosas,

levando-se em conta os elevados números de casos de doenças vinculadas ao

consumo de alimentos contaminados de origem marinha (YOUNGER et al., 2003). A

maioria dos países que produze e comercializa frutos do mar seguem legislações

próprias, tomando como base os mercados da União Européia e os Estados Unidos.

A Diretriz Européia 91/492/EEC, de 15 de julho de 1991 (EEC, 1991),

estabelece as normas sanitárias para a produção e a colocação de moluscos

bivalves vivos no Mercado Comum Europeu. As áreas para o cultivo são

classificadas seguindo padrões de qualidade microbiológica da carne dos moluscos

cultivados.

As áreas classificadas como classe A, podem apresentar 90% dos moluscos

coletados com concentração de coliformes fecais (CF) menor que 300 NMP/100g

(Número Mais Provável/ 100 g de carne) e uma concentração de E. coli menor que

230 NMP/100g. Nessa classe, os moluscos cultivados nessas áreas podem ser

introduzidos no mercado para o consumo humano. A classe B determina que os

moluscos cultivados em determinada área não podem exceder 6.000 NMP de CF

por 100g e 4.600 NMP de E. coli por 100g. As áreas nas quais os moluscos

cultivados apresentam um número entre 6.000 NMP e 60.000 NMP de CF por 100g

de carne, são classificadas como classe C (EEC, 1991). Depois de determinada a

classe a qual a área pertence, é avaliado o tipo de tratamento que deverá ser

utilizado para que a produção seja comercializada. Os moluscos provenientes da

classe B somente poderão ser colocados à venda após um tratamento em centros

de purificação ou após transposição em áreas classificadas como A por determinado

tempo descrito pela diretriz. A produção de bivalves em áreas de classe C,

obrigatoriamente, deve passar por um período mínimo de dois meses de

transposição, juntamente com um tratamento de purificação (EEC, 1991).

Além dos parâmetros citados, a produção não deve apresentar Salmonella

spp. em 25g de carne e também ser analisada quanto à presença de elementos

radioativos e toxinas paralisantes e diarréicas (EEC, 1991).

Nos Estados Unidos o programa de controle sanitário da produção de

moluscos bivalves (National Shellfish Sanitation Program), que tem por finalidade

promover e valorizar a produção de moluscos no país, padronizando a

regulamentação entre os Estados americanos. Este programa apresenta medidas

regulamentadas a partir de acordos comerciais interestaduais, aceitos pela Food and

Drug Administration (FDA) (NSSP, 2003).

A legislação americana leva em consideração a qualidade microbiológica das

águas de cultivo. As áreas avaliadas como aprovadas devem apresentar uma média

geométrica, de, no mínimo, 2 amostras/ano, sem exceder 14 NMP CF/100mL. Nas

áreas classificadas como restritas, a média geométrica, de, no mínimo, 5 amostras

anuais, não deve exceder 88 NMP/100mL. Se houver presença de fontes pontuais e

não pontuais de poluição, as áreas podem ser avaliadas como condicionalmente

aprovadas e condicionalmente restritas. Isso significa que elas necessitam se

adequar às normas exigidas para a produção de moluscos. As produções em áreas

classificadas como restritas, devem obrigatoriamente, da mesma forma que a

legislação da União Européia, passar por um sistema de purificação ou ser

transportada para áreas de qualidade microbiológica superior, antes de serem

introduzidas no mercado (NSSP, 2003).

1.7 ESTUDOS DE CONTAMINAÇÃO DE OSTRAS REALIZADOS NO LITORAL

PARANAENSE

Devido ao alto valor comercial, as espécies de ostras têm sido exploradas

indiscriminadamente ao longo das últimas décadas no litoral paranaense.

Atualmente elas são encontradas, em tamanhos adequados para a comercialização,

principalmente na Baía dos Pinheiros e de Guaratuba. Destes locais são

transportadas para os mercados de Paranaguá e Guaratuba, onde são

comercializadas em quantidades que variam ao longo do ano. Entretanto no verão,

época de maior afluência de turistas ao litoral, a venda desses organismos é

intensificada. Como sua sobrevida fora da água é de alguns dias, as ostras são

vendidas durante o dia e mantidas, durante a noite, em águas próximas às cidades

de Paranaguá, para retornarem aos mercados no dia seguinte (KOLM; ABSHER,

2008).

Estudos efetuados em 1997 e 1998 por Kolm; Absher (2008) mostraram que

os valores de coliformes totais e Escherichia coli encontrados em ostras

comercializadas no mercado de Paranaguá foram muito mais elevados durante o

verão.

Kolm et al. (2007) encontraram, em um estudo feito em 2002, valores de E.

coli muito maiores que os permitidos pela legislação para cultivos de organismos a

serem consumidos crus, nas águas próximas aos criadouros de ostras da Baía de

Guaratuba. Estas alterações da qualidade da água são principalmente causadas

pela deficiência de sistemas de coleta, tratamento e disposição final dos esgotos na

cidade de Guaratuba e inexistência dos mesmos em Caiobá, balneário pertencente

ao município de Matinhos. Além disso, Forcelini (2006) também encontrou valores

altos de coliformes totais e E. coli nas ostras vendidas no Mercado Municipal de

Guaratuba e salientou a necessidade urgente de depuração destes bivalves. Estes

estudos ainda destacaram a falta de legislação nacional vigente levando-se em

consideração as quantidades de coliformes termotolerantes e/ou de E. coli na carne

das ostras, e o hábito das populações em consumi-las cruas.

Christo (2006) analisou, entre março de 2002 e março de 2003, a água

superficial de dois pontos da Baía de Guaratuba, um localizado na entrada e outro

em um parque de cultivos de ostras, e encontrou consistentemente valores

extremamente altos (superiores ou iguais a 2.419,2 NMP.100mL

-1

) de coliformes

totais e E. coli. A autora concluiu que as ostras cultivadas na Baía de Guaratuba são

impróprias para o consumo cru quando retiradas diretamente dos cultivos, e também

sugeriu a necessidade urgente de um sistema de depuração para esses bivalves.

1.8 OBJETIVOS

1.8.1 Objetivo geral

O presente trabalho teve como objetivo estudar o grau de depuração de

ostras em relação à contaminação por Escherichia coli, através de experimentos em

laboratório para subsidiar a implantação adequada da depuradora no Mercado

Municipal de Guaratuba, construída pela Empresa de Assistência Técnica e

Extensão Rural (EMATER-PR) e que ainda não está em funcionamento.

1.8.2 Objetivos específicos

- Avaliar a contaminação por E. coli da água e das ostras de dois cultivos da Baía de

Guaratuba ao longo de quatro coletas;

- Verificar o tempo necessário para que as ostras desses cultivos sejam depuradas;

- Averiguar diferenças de tempo de depuração e peso das ostras com e sem adição

de alimento;

- Analisar os padrões de correlação entre as concentrações de E. coli na água de

superfície e nas ostras no início do experimento com os parâmetros físico-químicos

do local.

2 ÁREA DE ESTUDO

O litoral brasileiro compreende mais de 8000 km de extensão, abrangendo os

mais variados tipos de sistemas costeiros como praias arenosas, falésias ígneas e

sedimentares, estuários, dunas e manguezais (TESSLER; GOYA, 2005).

Tradicionalmente, o litoral do Brasil é dividido em cinco grandes compartimentos:

Norte, Nordeste, Leste ou Oriental, Sudeste ou das Escarpas Cristalinas e Sul. O

compartimento Norte vai do extremo norte do Amapá até o Golfão Maranhese.

Nesse trecho da costa a amplitude da maré pode variar até 12 metros, favorecendo

o desenvolvimento de grandes manguezais. O litoral Nordeste caracteriza-se pela

presença de tabuleiros terciários da Formação Barreiras estendendo-se até a Baía

de Todos os Santos, Bahia. O compartimento Leste ou Oriental estende-se até Cabo

Frio – RJ, sendo um trecho marcado pela desembocadura de alguns grandes rios e

pela formação de extensas planícies de idade quaternária. Do Cabo Frio até o Cabo

de Santa Marta (SC), desenvolve-se o litoral Sudeste ou Litoral das Escarpas

Cristalinas. Este é marcado pelas encostas da Serra do Mar próximas à costa,

favorecendo o desenvolvimento de pequenas planícies costeiras ou de praias de

bolso entre costões rochosos. O litoral Sul estende-se até o limite meridional

brasileiro (Chuí – RS), apresentando uma costa retilínea, desenvolvida a partir de

uma sucessão de cordões arenosos, que levaram ao desenvolvimento de vários

ambientes lagunares, destacando-se as lagunas dos Patos e Mangueira (TEIXEIRA

et al.,2003).

O litoral paranaense está situado entre as coordenadas geográficas gerais de

25º12’44”S – 48º01’15”W e 25º58’38” S – 48º35’26” W. Possui características que o

diferem dos demais Estados da costa sul e sudeste brasileiro. A Serra do Mar, que

se estende do Espírito Santo ao Cabo de Santa Marta em Santa Catarina, encontra-

se bem interiorizada no Estado do Paraná, possibilitando a formação de extensas

planícies costeiras e duas grandes baías, Paranaguá e Guaratuba. Nos 105 Km de

linha da costa oceânica, observa-se um grande contraste entre as áreas

rapidamente urbanizadas nas últimas décadas, em função do fluxo turístico de

veraneio ao sul e as áreas de preservação situadas mais ao norte, onde se localiza

uma das áreas mais intactas de Mata Atlântica do Brasil, a Área de Proteção

Ambiental de Guaraqueçaba e o Parque Nacional do Superagüi (SOARES et al.,

1997).

O município de Guaratuba possui uma população aproximada de 31.000

habitantes (IBGE, 2007), porém nos meses de verão recebe um importante

incremento populacional.

A Baía de Guaratuba (Figura 2) que pertence ao município homônimo, possui

uma área de 50,19 Km

, sendo que seu eixo principal é orientado no sentido leste-

oeste. Seu comprimento é de aproximadamente 16 Km, e sua largura máxima de 3

Km, quando considerada a linha da baixa-mar, e 10 Km, quando se inclui a planície

de maré. A profundidade máxima da área mais interna é de 5 m e sua comunicação

com o Oceano Atlântico é feita por uma desembocadura estreita de

aproximadamente 500m de largura, sendo limitada por pontais rochosos do extremo

meridional da Serra da Prata ao norte, e do Morro de Guaratuba ao sul. Nessa

região da desembocadura a sua profundidade atinge 27 m (SOARES et.al., 1997).

Nela encontram-se vários baixios e ilhas de pequeno e médio porte. Entre

elas podemos destacar a Ilha do Rato na Travessia do “Ferry boat”, a Ilha da

Sepultura, a Ilha do Araçá e a Ilha das Garças (SANTOS, 2003).

Dois terços dos rios que deságuam no sistema localizam-se na margem norte

da baía. Nessa região ainda são encontrados bancos de gramíneas (Spartina

alterniflora) e bosques de manguezais constituídos de Rhizophora mangle,

Laguncularia racemosa e Avicennia schaueriana. A cidade de Guaratuba está

localizada na margem sul da baía.

Este estuário recebe as águas da bacia hidrográfica de Guaratuba. A bacia

possui uma densidade de drenagem de 1,87 rios por Km

e cerca de 1.724 Km

área. Os dois principais rios são: rio São João e o rio Cubatão. Juntos eles

contribuem com aproximadamente 80 m

/s de água doce para a baía

(NOERNBERG, et al., 2004). Estes rios possuem curso superior, localizado na

região serrana, com grandes declividades, vales densamente encaixados e um

padrão de canal retilíneo. O curso inferior, localizado nas planícies, possui um vasto

vale de fundo plano e um padrão de curso meandrante (ANGULO, 1992).

O fluxo de água da Baía de Guaratuba é principalmente dominado pelo

regime das marés na área, apresentando fluxo em ambas as direções, na enchente

e na vazante (SANTOS, 2003).

FIGURA 2 - A) Mapa do Brasil com a localização do litoral do Paraná: B) Mapa do litoral do

Paraná com a localização da Baía de Guaratuba; C) Mapa da Baía de Guaratuba com a

localização das estações de coleta.

Assim como a Baía de Paranaguá, a maré da Baía de Guaratuba é semi-

diurna com desigualdades diurnas (SOARES et al., 1995). O registro de maré,

efetuado por Soares et al. (1997) durante dois meses, no corpo central da baía,

indicou alturas médias de sizígia e quadratura de 1,5 e 0,7 m respectivamente.

Segundo classificação de Köppen, o clima da região, é definido como

subtropical úmido mesotérmico com verão quente (Cfa). As influências do

Anticiclone do Atlântico Sul e as passagens de sistemas frontais controlam o regime

de ventos na região (MONTEIRO, 1963), sendo predominantes de ENE, E, ESSE, e

SE, com intensidade média de 4m/s. O sistema de brisa, cujos valores observados

são de até 2m/s nos meses de novembro a março é bastante relevante (CAMARGO

et al., 1996). A pluviosidade anual média é de 1988 mm ao nível do mar, variando

entre 2.248 mm e 3.530 mm na região da serra (TODESCHINI, 2004).

Segundo Zem (2005), os sedimentos da Baía de Guaratuba são compostos

principalmente por areia fina, areia muito fina e silte grosso. As areias grossas e

médias ocorrem somente na desembocadura dos rios Cubatão e São João e na

boca do estuário, sendo, portanto, regiões de alta energia hidrodinâmica. De uma

maneira geral os depósitos de sedimentos dessa baía são pobremente

selecionados. Os teores de carbonato de cálcio e matéria orgânica predominantes

são menores que 5%.

Na região da bacia hidrográfica de Guaratuba as principais atividades são o

cultivo de banana no sopé da Serra do Mar, iniciado na década de 1980, sendo

atualmente a região de maior produção no Estado com uma área de 3.000 hectares,

e o cultivo de arroz nas planícies alagadiças, iniciado em 1965, ocupando

atualmente uma área de 420 hectares, além da criação de gado bovino e bubalino,

com cerca de 1.420 e 780 cabeças, respectivamente (TODESCHINI, 2004)

Já as principais atividades realizadas na região litorânea de Guaratuba são o

turismo, principalmente a partir da década de 1950, a pesca e mais recentemente a

maricultura. A pesca na região, assim como a dos demais lugares do litoral do

Paraná é meramente artesanal. Entretanto, em decorrência das várias épocas de

proibição da pesca predatória, os pescadores estão sendo incentivados a implantar

criações de ostras na região. Assim, já existem vários criadouros de pequeno porte

espalhados pela baía (SANTOS, 2003) que comercializam suas ostras

principalmente no Mercado Municipal de Guaratuba.

Dentre os diferentes métodos de cultivo de moluscos empregados no litoral

do Paraná, na Baía de Guaratuba, devido às suas características, à espécie

cultivada e ao padrão artesanal dos produtores, é utilizado o sistema de cultivo do

tipo espinhel ou “long-line”. Esse sistema é confeccionado com flutuadores (de

plástico ou fibra), amarrados em linha com um cabo mestre, na superfície da água

do mar, ao qual são penduradas as lanternas (Figura 3).

FIGURA 3 - Exemplo de cultivo do tipo “long line”

FONTE: Caldeira, 2004

Segundo o engenheiro Wilson Barion (com. pess.) da Companhia de

Saneamento do Paraná (SANEPAR), a Estação de Tratamento de Esgoto (ETE) de

Guaratuba possui uma vazão de 98 L/s fora de temporada e de até 210 L/s no ano-

novo e carnaval. As obras de manilhamento de esgoto contemplam 45% da cidade,

atuando principalmente nas regiões centrais e bairros de veraneio. Durante a

temporada 2007/2008 uma forte operação incentivou moradores e veranistas a

fazerem a correta ligação dos esgotos na rede da SANEPAR. Foram 7.537 imóveis

beneficiados, perfazendo pouco mais de 76% do total manilhado.

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1.ATIVIDADES DE CAMPO

Foram feitas coletas em determinados dias representativos das condições de

primavera (08/11/2007), verão (16/01/2008), outono (23/04/2008) e inverno

(30/06/2008) e adquiridas ostras de dois cultivos (um no setor interno, dorvante

denominado de “interno” e outro no setor externo, doravante denominado de

“externo”) da Baía de Guaratuba. O ponto interno está localizado em um canal de

maré, onde a hidrodinâmica é mais baixa quando comparado ao ponto externo, que

está localizado na desembocadura da baía.

De cada cultivo foram retiradas, por período de amostragem, 11 dúzias de

ostras, perfazendo um total de 264 organismos, acondicionadas em caixas

isotérmicas até a chegada no Laboratório de Microbiologia Marinha, no Centro de

Estudos do Mar/UFPR.

Em cada período e em cada cultivo, ainda foram coletadas amostras de água

superficial para medição de parâmetros físico-químicos (pH, salinidade, temperatura,

oxigênio dissolvido, seston, material orgânico particulado) e quantificação de

Escherichia coli.

3.2 MARÉ

Os dados de maré na Baía de Guaratuba foram gentilmente cedidos pelo

Laboratório de Física Marinha do Centro de Estudos do Mar/UFPR.

3.3 PLUVIOSIDADE

Os valores de pluviosidade diária dos seis dias que antecederam o dia da

coleta, incluindo o dia da coleta, foram obtidos através da estação meteorológica

“Guaratuba”, gentilmente cedidos pela Superintendência de Desenvolvimento de

Recursos Hídricos e Saneamento Ambiental (SUDERHSA).

3.4 AMOSTRAS DE ÁGUA SUPERFICIAL

3.4.1 Temperatura da água

A temperatura da água foi medida no campo, utilizando um termômetro de

mercúrio, escala 1/100°C.

3.4.2 Salinidade

As amostras de água foram acondicionadas em frascos de polietileno

fechados, transportadas em isopor com gelo para o Laboratório de Microbiologia

Marinha – CEM/UFPR e a salinidade foi medida com refratômetro QA Supplies, LLC,

modelo MT-100 ATC.

3.4.3 Potencial hidrogeniônico

As amostras para pH foram acondicionadas em frascos plásticos e levadas no

gelo até o Laboratório de Microbiologia Marinha – CEM/UFPR, onde foi medido o pH

utilizando pHmetro portátil Analion.

3.4.4 Oxigênio dissolvido

As amostras de água para a análise de oxigênio dissolvido (OD) foram

acondicionadas com muito cuidado para evitar a formação de bolhas em frascos

com volume conhecido. Para que fosse possível a determinação por titulação

através da oxido-redução, adicionou-se, ainda no campo, a cada amostra 1,0 mL de

cloreto de manganês II e 1,0 mL de iodeto de potássio. Os frascos foram

homogeneizados e acondicionados em caixa térmica com água do local e trazidos

ao Laboratório de Biogeoquímica Marinha – CEM/UFPR, onde foi feita a análise por

titulação segundo a técnica descrita Strickland & Parsons (1968). A porcentagem de

saturação foi calculada segundo as tabelas de solubilidade de oxigênio na água

marinha (cm

/dm

) da Organização das Nações Unidas (UNESCO).

3.4.5 Seston e matéria orgânica particulada

As amostras de água foram acondicionadas em frascos plásticos de 2 litros e

trazidas para o Laboratório de Microbiologia Marinha – CEM/UFPR em isopor com

gelo. Alíquotas de cada amostra foram filtradas com microfiltros de fibra de vidro GF

52-C da empresa Schleicher & Schuell de 47 mm de diâmetro, previamente lavados

três vezes e secos a 60

C por 24 horas (peso constante). Foram filtradas

quantidades variáveis de água até a saturação do filtro. Após a filtração estes foram

congelados em envelopes de papel alumínio e posteriormente secos e pesados

novamente. O seston foi calculado através da diferença de peso entre o filtro vazio e

o cheio. Todos os valores foram padronizados para 1000 mL.

A concentração da MOP foi determinada através da técnica de ignição. Os

mesmos filtros usados para a análise do seston foram incinerados a 450°C por 1

hora em mufla QUIMIS e em seguida pesados em uma balança Shimadzu modelo

AY 220. A subtração do peso do filtro após a incineração pelo peso do filtro vazio

gerou a matéria inorgânica particulada (MIP). O seston subtraído da MIP gerou a

MOP. Todos os valores foram padronizados para 100mL.

3.4.6 Escherichia coli

As amostras de água para análise de E. coli foram mantidas em isopor com

gelo até a chegada no Laboratório de Microbiologia – CEM/UFPR. Em seguida

foram preparadas diluições de 30 mL da água de campo e 70 mL de água destilada

autoclavada. Para a análise utilizou-se um substrato cromogênico (IDEXX-WP020-

18 da empresa IDEXX Laboratories, Inc), composto, entre outros, pelos sais ortho-

nitrofenil-β-D-galactopiranosídio (ONPG) específico para o grupo de coliformes totais

e 4-metil-umberifenil-β-D-glucoronídeo (MUG) específico para Escherichia coli,

conforme descritos no “Standard Methods for the Examination of Water and

Wastewater” (1995). O material foi incubado em cartelas por 18 horas a 36

C. A

contagem de E. coli foi realizada sob luz ultravioleta (365nm). Para obtenção do

número mais provável (NMP) de E. coli em 100 mL de água, isto é, a estimativa de

densidade celular bacteriana em uma amostra de água calculada a partir da

combinação de resultados positivos e negativos, utilizou-se uma tabela fornecida

pela empresa Idexx Laboratories, Inc.

3.5 CULTIVO DE ORGANISMO ALIMENTO

Dez dias antes do início dos experimentos e das saídas de campo, foi

realizado, no Centro de Produção e Propagação de Organismos Marinhos

(CPPOM), da Pontifícia Universidade Católica do Paraná (PUCPR) , o cultivo da

microalga Isochrysis galbana, utilizando a metodologia e infra-estrutura disponível no

local.

A captação de água foi feita em frente ao CPPOM, sendo que a ponteira dista

aproximadamente 120 m da praia das Caieiras (Guaratuba). Com o auxílio de duas

bombas a água foi filtrada em dois filtros que retém partículas acima de 70µm e

armazenada em duas cisternas de 15.000 litros cada. A água utilizada para as

microalgas passou por um sistema chamado “elemento filtrante” que é constituído

por três filtros: 75µ, 50µ - 25µ e 25µ - 1µ. Após essa etapa, a água foi mantida em

duas caixas de 3.000 litros cada e foi feita a distribuição pelo setor de cultivo de

microalgas no CPPOM. A água usada para os meios de cultura passou ainda por um

filtro cuno de 5µ e um filtro “bag” de 0,5µ.

Tanto a composição das soluções estoques de nutrientes do meio de cultura

utilizado, quanto os componentes para preparação do mesmo seguiram a

metodologia de Guillard f/2 modificada, utilizando-se Citoneurin como complexo de

vitamina B.

Para o preparo dos meios de cultura foram utilizados baldes de 20 litros

previamente lavados com água doce e água salgada. Em seguida os volumes totais

dos meios de cultura foram divididos em Erlenmeyers de 125 mL, 500 mL e 1000

mL. Os frascos foram tampados com papel alumínio e levados à autoclave por 30

minutos a 121°C. Depois de esfriarem, os Erlenmeyers prontos para receber os

inóculos foram para o setor primário de produção.

A inoculação da microalga foi feita no setor primário de produção a partir dos

Erlenmeyers de 125 mL, seguindo para um de 500 mL e depois para os de 1000 mL.

Esse procedimento foi realizado na câmara de fluxo laminar, com bico de Bunsen,

utilizando máscara e luvas.

Os Erlenmeyers de 1000 mL com inóculo foram mantidos com aeração e luz

constantes, temperatura entre 18°C e 22°C durante 3 dias, e depois serviram de

inóculo para garrafões de 20 litros, no setor intermediário de produção.

Antes de realizar a repicagem, os garrafões foram submersos durante 24h em

uma solução de cloro e após esvaziados foram esterilizados quimicamente com

solução 20% de HCl e muito bem enxaguados com água doce por cerca de 2

minutos. Depois de bem limpos, A solução de cloro ficou agindo por uma hora e em

seguida foi neutralizas garrafões foram completados com água do mar filtrada e

adicionado 5 mL de Cloro 12%, agindo por 1 hora. Em seguida foi neutralizado com

5 g de Tiossulfato de Sódio diluído em 50 ml de água destilada por 30 minutos e

posteriormente a água do mar foi enriquecida com 10 mL de solução nitrato, 10 mL

de solução fosfato e 10 mL de solução TRIS.

Depois da adição dos nutrientes, o meio de cultura foi inoculado com 3 litros

da cultura de microalga vinda do setor primário de produção. Após de 3 dias, o

garrafão inóculo estava pronto para a preparação dos cultivos nos demais

garrafões. Todo procedimento de lavagem, esterilização, cloragem e neutralização

foi feito em 10 garrafões. Para evitar o aumento excessivo das microalgas ao longo

do período de depuração das ostras, cada garrafão recebeu microalgas do garrafão

inóculo nas seguintes proporções: garrafões 1, 2 e 3 receberam 2 litros do inóculo;

garrafões 4, 5, 6 e 7 receberam 1,5 litro do inóculo e garrafões 8, 9 e 10 receberam

1 litro do inóculo. Depois de 3 dias as culturas de algas estavam prontas para

servirem de alimento para as ostras e foram transportadas para o Centro de Estudos

do Mar, onde foram mantidas em uma câmara com temperatura de 20°C, aeração e

luz constantes.

Os aquários das ostras com alimento receberam Isochrysis galbana duas

vezes ao dia (manhã e tarde), logo após a troca de água. A quantidade de

microalgas/litro que cada aquário recebeu foi variável, levando-se em consideração

a abundância de ostras, como segue:

a) Dia da coleta: Chegada no CEM no período da tarde, os aquários receberam 2

litros da cultura de algas.

b) Primeiro dia de depuração – 24h: 1,5 litro de manhã e 1,5 litro à tarde.

c) Segundo dia de depuração – 48h: 1,5 litro de manhã e 1,5 litro à tarde.

d) Terceiro dia de depuração – 72h: 1,5 litro de manhã e 1,2 litro à tarde.

e) Quarto dia de depuração – 96h: 1,2 litro de manhã e 1,2 litro à tarde.

f) Quinto dia de depuração – 120h: 1,2 litro de manhã e 1 litro à tarde.

g) Sexto dia de depuração – 144h: 1 litro de manhã e 1 litro à tarde.

h) Sétimo dia de depuração – 168h: 1 litro de manhã e 1 litro à tarde.

i) Oitavo dia de depuração – 192h: 1 litro de manhã.

3.6 DEPURAÇÃO DAS OSTRAS

No Centro de Estudos do Mar –UFPR, todas as ostras foram muito bem

lavadas, escovadas e retirados todos os organismos incrustantes nas valvas.

Das 132 ostras adquiridas por cultivo em cada período de amostragem, 66

foram separadas em 3 aquários (22 ostras em cada aquário) aos quais foram

adicionadas microalgas (Isochrysis galbana) como alimento. As outras 66 ostras

também foram separadas em 3 aquários (22 ostras em cada aquário) e não

receberam alimento. Os experimentos foram conduzidos em aquários

constantemente aerados e com renovação diária de água a cada 12 horas. Para tal

foi utilizada água de poço, previamente analisada e garantida a ausência de E. coli.

A salinidade da água foi ajustada em 28‰, utilizando-se sal sintético da marca Coral

Life.

Lotes de 3 ostras de cada aquário foram retirados e analisados

microbiologicamente através da quantificação de E.coli durante os seguintes

períodos de depuração: 0 hora, 48 horas, 72 horas, 96 horas, 120 horas, 168 horas,

192 horas (Figura 4).

Ponto Interno

Ponto Externo

22 ostras22 ostras

22 ostras

22 ostras22 ostras

com microalgas

com microalgas sem microalgas

sem microalgas

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

Ponto Interno

Ponto Externo

22 ostras22 ostras

22 ostras

22 ostras22 ostras

com microalgas

com microalgas sem microalgas

sem microalgas

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

0h – 3 ostras

48h – 3 ostras

72h – 3 ostras

96h – 3 ostras

120h – 3 ostras

168h – 3 ostras

192h - ostras

FIGURA 4 - Desenho amostral dos aquários e tempos de retirada das ostras

3.6.1 Avaliação da perda de peso das ostras durante o processo de depuração

Com o intuito de comparar o ganho ou perda de peso das ostras durante os

oito dias em que foram submetidas ao experimento, as ostras foram pesadas, depois

de retirados os organismos incrustantes das valvas, logo após a chegada ao

Laboratório de Microbiologia e, antes das análises microbiológicas do primeiro lote

de ostras (0h). As ostras retiradas dos aquários em cada unidade de tempo, foram

pesadas novamente, para posterior comparação daquelas que foram alimentadas,

com as que não receberam as microalgas.

3.6.2 Análises de Escherichia coli

Para as análises microbiológicas as ostras foram abertas axenicamente com

faquinhas e as partes moles (com os líquidos intervalvares) foram colocadas em

placas de Petri com pesos já conhecidos e pesadas em uma balança de precisão de

0,01g marca Helmac HM 1000. Em seguida foram maceradas em liquidificadores

(cuidadosamente lavados com álcool 70% e enxaguados com água destilada

esterilizada entre uma amostra e outra) adicionando-se água destilada, até

completar 200 mL (peso/volume). Por exemplo: 50 g de carne de ostra menos 200

mL de água destilada esterilizada foi igual a 150 mL de água esterilizada que foi

adicionada no liquidificador e batidas por cerca de 1 minuto. Com o intuito de reter

parte da carne da ostra e evitar problemas no momento do fechamento das cartelas

o composto de ostra e água foi coado em peneiras com uma trama de

aproximadamente 0,5 mm e, quando necessário, em rede de nylon com trama de

200 µm. Do composto peneirado foram retiradas alíquotas variáveis para diferentes

diluições conforme o tempo de depuração das ostras, como segue:

A) Para os três primeiros experimentos (primavera, verão e outono) das ostras

retiradas do cultivo externo da Baía de Guaratuba: 0h – 10:90 (10 mL da solução do

liquidificador/ 90 mL de água destilada autoclavada); 48h – 10:90; 72h – 20:80; 96h

– 20:80; 120h – 40:60; 168h – 70:30; 192h – 100:0.

B) Para os três primeiros experimentos (primavera, verão e outono) das ostras

retiradas do cultivo interno da Baía de Guaratuba: 0h – 10:90 (10 mL da solução do

liquidificador/ 90 mL de água destilada autoclavada); 48h – 10:90; 72h – 20:80; 96h

– 20:80; 120h – 20:80; 168h – 20:80; 192h – 20:80.

C) Para o experimento realizado no inverno das ostras retiradas dos dois cultivos

(externo e interno) da Baía de Guaratuba: 0h – 10:90 (10 mL da solução do

liquidificador/ 90 mL de água destilada autoclavada); 48h – 10:90; 72h – 50:50; 96h

– 50:50; 120h – 50:50; 168h – 50:50; 192h – 50:50.

FIGURA 5 – Ilustração da preparação das cartelas

FONTE: o autor, 2008

Às diluições foi adicionado o meio de cultura da marca Colilert 18 horas da

Firma IDEXX Laboratories, Inc. Esse meio de cultura é um substrato cromogênico

composto por sais ortho-nitrofenil-β-D-galactopyranosideo (ONPG) usado para

detectar a enzima β-D-galactosidase, produzida pelo grupo de coliformes totais.

Essa enzima hidrolisa o substrato e produz uma mudança na cor do meio, tornando-

o amarelo e o 4-metil-umberifenil-β-D-glucoronídeo (MUG) usado para detectar a

enzima β-glicuronidase, produzida pela E. coli. Esta enzima hidrolisa o substrato e

libera um produto fluorogênico quando observado sob luz ultra-violeta (UV) de 365

nm.

As misturas (líquido dos liquidificadores + água destilada + meio de cultura)

foram homogeneizadas e vertidas em cartelas que contém 48 cavidades pequenas e

49 cavidades grandes (Figura 5). Estas foram seladas e levadas à estufa por 22h a

36ºC para avaliação do Número Mais Provável (NMP) seguindo metodologia descrita

pela própria empresa. Finalmente foram feitos os cálculos para determinar o NMP de

coliformes totais e E. coli em cada grama de carne de ostra.

3.7 ANÁLISES ESTATÍSTICAS

Os resultados dos parâmetros físico-químicos, a quantidade de E. coli na

água de superfície e nas ostras no tempo 0h de depuração foram submetidos a uma

Análise de Componentes Principais para verificar quais fatores influenciaram na

quantidade de E.coli na água e nas ostras.

Foi realizada uma Análise de Variância para comparar quais fatores (ponto,

alimentação, tempo de depuração e réplica de aquário) influenciaram o ganho ou

perda de peso das ostras durante os experimentos de depuração.

Para verificar qual o melhor tempo de depuração, levando-se em

consideração as coletas, o ponto interno ou externo e a adição ou não de microalgas

foram realizadas Equações de Regressão Logarítmica e uma Análise de Variância

por tempo de depuração.

4 RESULTADOS

4.1 MARÉ

Como pode ser observado na Figura 6, somente no verão a coleta foi

realizada em maré vazante de quadratura. Nos demais períodos (primavera, outono

e inverno) a maré foi de enchente de sizígia. Também é interessante observar que a

maior maré no horário da coleta foi no inverno e a menor no outono.

100

120

08/nov/07 16/jan/08 23/abr/08 30/jun/08

Ponto Interno

Ponto Externo

Maré (m)

100

120

08/nov/07 16/jan/08 23/abr/08 30/jun/08

Ponto Interno

Ponto Externo

Maré (m)

FIGURA 6 - Altura de maré da Baía de Guaratuba nos dias em que foram realizadas as coletas.

4.2 Pluviosidade

O maior valor de pluviosidade (129,5mm), acumulada durante sete dias, foi

observado no outono seguido do verão (109,4mm) e a menor no inverno (4,6mm).

Já o maior índice pluviométrico no dia da coleta foi de 7,8 mm no verão,

seguido de 0,2 mm na primavera e no outono, e o menor foi 0 mm no inverno

(Figura 7).

1/nov

2/nov

3/nov

4/nov

5/nov

6/nov

7/nov

8/nov

9/jan

10/jan

11/jan

12/jan

13/jan

14/jan

15/jan

16/jan

16/abr

17/abr

18/abr

19/abr

20/abr

21/abr

22/abr

23/abr

23/jun

24/jun

25/jun

26/jun

27/jun

28/jun

29/jun

30/jun

Primavera (2007) Verão (2008) Outono (2008) Inverno (2008)

Pluviosidade (mm)

1/nov

2/nov

3/nov

4/nov

5/nov

6/nov

7/nov

8/nov

9/jan

10/jan

11/jan

12/jan

13/jan

14/jan

15/jan

16/jan

16/abr

17/abr

18/abr

19/abr

20/abr

21/abr

22/abr

23/abr

23/jun

24/jun

25/jun

26/jun

27/jun

28/jun

29/jun

30/jun

Primavera (2007) Verão (2008) Outono (2008) Inverno (2008)

Pluviosidade (mm)

FIGURA 7 – Índices pluviométricos, por estação do ano, de seis dias que antecederam a coleta.

Setas indicam o dia da coleta.

4.3 ÁGUA SUPERCIFICIAL

Nos gráficos de temperatura, salinidade, pH, oxigênio dissolvido e seston

encontram-se representadas, por estação do ano e local de coleta, as médias dos

valores de tréplicas.

4.3.1 Temperatura

Ao longo das quatro coletas houve pouca diferença de temperatura entre os

dois pontos, com mínima de 18,8°C na terceira coleta (inverno) no ponto interno e

máxima de 27°C na segunda coleta (verão) no ponto externo (Figura 8).

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

Temperatura

(

ºC)Temperatura

(

ºC)

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

Temperatura

(

ºC)Temperatura

(

ºC)

FIGURA 8 - Média dos valores absolutos da temperatura da água.

4.3.2 Salinidade

A Figura 9 mostra que a menor salinidade (12,6) foi observada no ponto

interno na segunda coleta, e a maior (34,6) na coleta de inverno, no ponto externo. É

importante observar ainda que, com exceção do outono, as salinidades foram mais

elevadas no ponto externo que no interno.

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

Salinidade

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

Ponto Interno

Ponto Externo

Salinidade

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

Salinidade

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

Ponto Interno

Ponto Externo

Salinidade

FIGURA 9 - Média dos valores absolutos de salinidade na água

4.3.3 pH

O potencial hidrogeniônico manteve-se quase constante entre os períodos

amostrados, porém notou-se um pequeno aumento (8,25) no ponto externo, na

coleta de inverno. O menor valor registrado (7,31) foi no ponto interno, na coleta de

verão (Figura 10).

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

Ponto Interno

Ponto Externo

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

Ponto Interno

Ponto Externo

FIGURA 10 - Média dos valores absolutos de pH na água

4.3.4 Oxigênio dissolvido

Na coleta de primavera e de outono houve pouca variação na porcentagem

de saturação de oxigênio dissolvido. Entretanto, no ponto externo, no outono,

verificou-se a maior porcentagem de saturação (163,7%). Já a menor foi de 59,5%

no ponto interno na quarta coleta (Figura 11).

100

120

140

160

180

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

OD (%)

100

120

140

160

180

Ponto Interno

Ponto Externo

OD (%)

100

120

140

160

180

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

OD (%)

100

120

140

160

180

Ponto Interno

Ponto Externo

OD (%)

FIGURA 11 – Média dos valores absolutos de oxigênio dissolvido na água.

4.3.5 Seston e matéria orgânica particulada

Os valores mais elevados de seston, com um máximo de 261,9 mg.L

-1

ponto interno, foram observados na segunda coleta e os menores, com um mínimo

de 17,7 mg.L

-1

na coleta de inverno no ponto interno (Figura 12).

100

150

200

250

300

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

Seston

(mg.l

100

150

200

250

300

Ponto Interno

Ponto Externo

Seston

(mg.l

100

150

200

250

300

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

Seston

(mg.l

100

150

200

250

300

Ponto Interno

Ponto Externo

Seston

(mg.l

FIGURA 12 – Média dos valores absolutos de seston na água

A matéria orgânica particulada foi mais elevada no ponto externo em quase

todas as coletas. Exceção foi no verão, onde o valor foi maior no ponto interno. Os

menores valores foram observados na coleta de outono (0,1204 mg.L

-1

no ponto

interno e 0,1210 mg.L

-1

no ponto externo). Os maiores foram registrados na quarta

coleta (0,1236 mg.L

-1

no ponto interno e 0,1255 mg.L

-1

no ponto externo) (Figura 13).

0,117

0,118

0,119

0,12

0,121

0,122

0,123

0,124

0,125

0,126

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

MOP (mg.L

)

0,117

0,118

0,119

0,12

0,121

0,122

0,123

0,124

0,125

0,126

Ponto Interno

Ponto Externo

MOP (mg.L

)

0,117

0,118

0,119

0,12

0,121

0,122

0,123

0,124

0,125

0,126

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

MOP (mg.L

)

0,117

0,118

0,119

0,12

0,121

0,122

0,123

0,124

0,125

0,126

Ponto Interno

Ponto Externo

MOP (mg.L

)

FIGURA 13 – Média dos valores absolutos de MOP na água

4.3.6 Escherichia coli

A água de superfície analisada no inverno, foi a que apresentou o menor

Número Mais Provável de E. coli, tanto no ponto interno (72,32 NMP.100 mL

-1

como no ponto externo (36,66 NMP.100 mL

-1

). Na primavera e no outono os valores

destes microorganismos foram intermediários, entretanto sempre mais elevados no

ponto interno (124,88 NMP.100 mL

-1

e 340,55 NMP.100 mL

-1

, respectivamente).

Seus maiores valores foram no verão (1.659,22 NMP.100 mL

-1

no ponto externo e

958,55 NMP.100 mL

-1

no ponto interno) (Figura 14).

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

E. coli

(NMP. 100ml

-1

)

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

Ponto Interno

Ponto Externo

E. coli

(NMP. 100ml

-1

)

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

1ª Coleta

Primavera

2ª Coleta

Verão

3ª Coleta

Outono

4ª Coleta

Inverno

Ponto Interno

Ponto Externo

E. coli

(NMP. 100ml

-1

)

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

Ponto Interno

Ponto Externo

E. coli

(NMP. 100ml

-1

)

FIGURA 14 - Médias dos valores absolutos de E. coli na água.

4.4 ANÁLISE DOS COMPONENTES PRINCIPAIS

O primeiro componente do PCA explicou 66,4% da variação dos dados e

evidenciou correlação positiva entre a salinidade e o pH e negativa da pluviosidade,

temperatura e E.coli na água e nas ostras, nos dois pontos de amostragem no

inverno. Resultados inversos puderam ser observados nos dois pontos durante o

verão.

O segundo componente explicou 15,6% da variação, e mostrou correlação

positiva do oxigênio dissolvido e negativa da maré e da matéria orgânica nos dois

pontos durante o outono. Na primavera pode ser observada correlação positiva com

o seston e temperatura no ponto interno. Os valores dos parâmetros físico-químicos

e biológicos registrados no ponto externo na primavera não influenciaram na análise

(Figura 15).

PEPE

-0.2

-0.4

-0.6

-0.7

-0.9

0.2

0.4

0.6

0.7

0.9

-0.2-0.4-0.6-0.7-0.9 0.2 0.4 0.6 0.7

0.9

Temp

Salin

EC água

Seston

Pluv

MOP

Maré

EC ostra

PEPE

-0.2

-0.4

-0.6

-0.7

-0.9

0.2

0.4

0.6

0.7

0.9

-0.2-0.4-0.6-0.7-0.9 0.2 0.4 0.6 0.7

0.9

Temp

Salin

EC água

Seston

Pluv

MOP

Maré

EC ostra

Coleta de primavera – ponto interno

Coleta de primavera – ponto externo

Coleta de verão – ponto interno

Coleta de verão – ponto externo

Coleta de outono – ponto interno

Coleta de outono – ponto externo

Coleta de inverno – ponto interno

Coleta de inverno – ponto externo

PEPE

-0.2

-0.4

-0.6

-0.7

-0.9

0.2

0.4

0.6

0.7

0.9

-0.2-0.4-0.6-0.7-0.9 0.2 0.4 0.6 0.7

0.9

Temp

Salin

EC água

Seston

Pluv

MOP

Maré

EC ostra

PEPE

-0.2

-0.4

-0.6

-0.7

-0.9

0.2

0.4

0.6

0.7

0.9

-0.2-0.4-0.6-0.7-0.9 0.2 0.4 0.6 0.7

0.9

Temp

Salin

EC água

Seston

Pluv

MOP

Maré

EC ostra

Coleta de primavera – ponto interno

Coleta de primavera – ponto externo

Coleta de verão – ponto interno

Coleta de verão – ponto externo

Coleta de outono – ponto interno

Coleta de outono – ponto externo

Coleta de inverno – ponto interno

Coleta de inverno – ponto externo

Coleta de primavera – ponto interno

Coleta de primavera – ponto externo

Coleta de verão – ponto interno

Coleta de verão – ponto externo

Coleta de outono – ponto interno

Coleta de outono – ponto externo

Coleta de inverno – ponto interno

Coleta de inverno – ponto externo

FIGURA 15 - Análise dos Componentes Principais dos parâmetros físico-químicos e biológicos

estudados.

4.5 OSTRAS

4.5.1 Variação do peso das ostras

Nos gráficos de barras está expressa a variação média do peso das ostras

(três indivíduos de cada aquário) por tempo de depuração (horas).

4.5.1.1 Coleta de primavera

Durante a coleta de primavera, a maior parte das ostras ganhou peso durante

o experimento. Exceção foi observada nas ostras do aquário 1 depois de 48 horas

de depuração (-0,43g), das do aquário 3 depois de 168 horas (-0,55g) e das do

aquário 2 depois de 192 horas (-0,36g), todas com alimentação. As ostras que não

receberam alimento foram as que mais ganharam peso, porém essa variação foi

muito pequena (Figura 16).

-1,0

-0,5

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

123123123123123123123123123123123123

48h 72h 96h 120h 168h 192h 48h 72h 96h 120h 168h 192h

Ponto Externo Ponto Interno

S/A

C/A

Ganho/Perda de peso (g)

-1,0

-0,5

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

123123123123123123123123123123123123

48h 72h 96h 120h 168h 192h 48h 72h 96h 120h 168h 192h

Ponto Externo Ponto Interno

S/A

C/A

Ganho/Perda de peso (g)

1,2 e 3 = réplicas dos aquários; S/A = sem alimento; C/A = com alimento

FIGURA 16 – Diferença entre o ganho e perda de peso das ostras na primavera.

4.5.1.2 Coleta de verão

Na coleta realizada no verão, as ostras, de uma maneira geral, ganharam

peso durante o período de depuração. Entretanto, no ponto externo as do aquário 3

que foram alimentadas perderam peso depois de 192h de depuração (-1,36g). No

ponto interno foram observados resultados semelhantes nas ostras dos aquários 2 e

3 depois de 48h (-2,26g e -0,99g, respectivamente) e nas do aquário 1 depois de

192 horas de depuração (-2,15g), todas alimentadas e nas não alimentadas do

aquário 3 depois de 192 horas de depuração (-1,36g) (Figura 17).

-2,5

-1,5

-0,5

0,5

1,5

2,5

3,5

123123123123123123123123123123123123

48h 72h 96h 120h 168h 192h 48h 72h 96h 120h 168h 192h

Ponto Externo Ponto Interno

S/A

C/A

Ganho/Perda de peso (g)

-2,5

-1,5

-0,5

0,5

1,5

2,5

3,5

123123123123123123123123123123123123

48h 72h 96h 120h 168h 192h 48h 72h 96h 120h 168h 192h

Ponto Externo Ponto Interno

S/A

C/A

Ganho/Perda de peso (g)

1,2 e 3 = réplicas dos aquários; S/A = sem alimento; C/A = com alimento

FIGURA 17 – Diferença entre o ganho e perda de peso das ostras no verão

4.5.1.3 Coleta de outono

Os experimentos de depuração realizados no outono, mostram que, no ponto

externo, as ostras que não receberam alimento foram as que mais ganharam peso.

Já no ponto interno, as ostras que não receberam alimentação perderam peso ao

longo de todo o período de depuração, principalmente depois de 72 horas de

depuração quando foi verificada uma perda de quase 2g nos aquários 2 e 3,

evidenciando uma grande diferença entre aquelas que receberam organismos

alimento daquelas que não o receberam (Figura 18).

-2

-1

123123123123123123123123123123123123

48h 72h 96h 120h 168h 192h 48h 72h 96h 120h 168h 192h

Ponto Externo Ponto Interno

S/A

C/A

Ganho/Perda de peso (g)

-2

-1

123123123123123123123123123123123123

48h 72h 96h 120h 168h 192h 48h 72h 96h 120h 168h 192h

Ponto Externo Ponto Interno

S/A

C/A

Ganho/Perda de peso (g)

1,2 e 3 = réplicas dos aquários; S/A = sem alimento; C/A = com alimento

FIGURA 18 – Diferença entre o ganho e perda de peso das ostras no outono.

4.5.1.4 Coleta de inverno

Durante os experimentos de inverno, a variação entre ganho/perda de peso

das ostras foi pequena. De uma maneira geral as ostras ganharam peso, com

exceção da réplica 2, em 48h de depuração (-1,74g), sem alimentação no ponto

externo e réplica 3, com alimentação, em 72h (-2,20g), réplicas 1, 2 e 3, sem

alimento, em 168h (-0,28g, -2,39g e -0,80g, respectivamente), e réplicas 1, 2 e 3 ,

em 192h sem alimento no ponto interno (- 1,19g, -1,47 e -1,54g, respectivamente)

(Figura 19).

-2,5

-1,5

-0,5

0,5

1,5

123123123123123123123123123123123123

48h 72h 96h 120h 168h 192h 48h 72h 96h 120h 168h 192h

Ponto Externo Ponto Interno

S/A

C/A

1,2 e 3 = réplicas dos aquários; S/A = sem alimento; C/A = com alimento

FIGURA 19 – Diferença entre o ganho e perda de peso das ostras no inverno.

4.5.1.5 Análises estatísticas da variação do peso das ostras

Para avaliar quais fatores (ponto interno/externo, adição ou não de alimento,

tempo de depuração, e réplica de aquário) influenciaram na variação de peso das

ostras, foi realizada uma Análise de Variância (ANOVA) e o do Teste “Post Hoc” de

Tuckey para cada experimento (Tabela 3, Figuras 20 e 21).

TABELA 1 – RESULTADOS DA ANÁLISE DE VARIÂNCIA (ANOVA) COMPARANDO OS DIFERENTES

FATORES QUE INFLUENCIARAM O GANHO OU PERDA DE PESO DAS OSTRAS.

Fat Prim Ver Ou Inverno ores avera ão tono

Pon 0,0 0,30 0,00 ,37to 2082 4388 0000 0 4260

Alim 0,3 0,75 0,00 ,00entação 72021 8057 0000 0 0005

Tem 0,00 0,00 0,00 ,00po 00 0675 2882 0 0024

Pon 0,5 0,45 0,00 ,16to:alimentação 97891 2746 0000 0 7801

Pon 0,1 0,88 0,01 ,00to:tempo 8422 7146 3748 0 1153

Alim 0,0 0,95 0,00 ,00entação:tempo 5628 2918 8902 0 0390

Pon 0,0 0,94 0,23 ,00to:alimentação:tempo 92145 0831 2855 0 0270

Pon ,3 0,79 0,15 ,62to:alimentação:tempo:aquário 0 92516 1839 4447 0 5751

A variação do peso entre as ostras que receberam alimento e as que não o

receberam foi significativa somente no outono e no inverno. Nestes períodos foi

observado que nos dois pontos, as ostras alimentadas foram consistentemente mais

pesadas que as não alimentadas (Figuras 20 e 21). Exceção pode ser observada

nas ostras do ponto interno, do aquário 2, que após 72h de depuração apresentou

perda de peso l.

S/A

C/A

Aquário 1

48h

72h

96h

120h

168h

192h

-04

-03

-02

-01

Ganho/Perda de peso (g)

Aquário 2

48h

72h

96h

120h

168h

192h

Aquário 3

48h

72h

96h

120h

168h

192h

FIGURA 20 - Representação gráfica da Análise de Variância (ANOVA) da relação do peso com o

tempo de depuração, adição ou não de alimento e réplicas de aquário, no ponto externo.

Já o tempo de depuração foi um fator significativo na variação do peso das

ostras em todos os períodos estudados. A Figura 21 mostra que principalmente no

ponto interno, após 168h de depuração, houve uma redução de peso das ostras não

alimentadas.

S/A

C/A

Aquário 1

48h

72h

96h

120h

168h

192h

-04

-03

-02

-01

Ganho/Perda de peso (g)

Aquário 2

48h

72h

96h

120h

168h

192h

Aquário 3

48h

72h

96h

120h

168h

192h

FIGURA 21 - Representação gráfica da Análise de Variância (ANOVA) da relação do peso com o

tempo de depuração, adição ou não de alimento e réplicas de aquário, no ponto interno.

A interconexão dos fatores ponto (interno/externo) e alimentação mostrou-se

significante somente no outono, sendo que a maior perda de peso foi observada no

ponto interno, nas ostras que não receberam alimento.

Fatores ponto e tempo de depuração juntos, influenciaram no peso das ostras

no outono, sendo que, consistentemente as que perderam mais peso foram as do

ponto externo, depois de 96h e 120h de depuração, e no ponto interno depois de

48h e 72h de depuração. Já no inverno, as que perderam mais peso foram as do

ponto interno, depois de depuração 96h, 120h e 192h e depuração.

As variáveis alimento (microalga) e tempo de depuração foram significativas

na perda de peso das ostras no outono e no inverno, principalmente naquelas que

não foram alimentadas.

As variáveis ponto (interno/externo), adição ou não de alimento e tempo de

depuração juntos foram significantes na variação de peso das ostras somente no

inverno, consistentemente no ponto interno, sem alimento, nos tempos de

depuração 168h e 192h.

A união dos todos os fatores (ponto, alimentação, tempo e réplica de aquário)

não foi significativa em nenhum dos períodos estudados.

4.5.2 Depuração das ostras coletadas na primavera

Ao contrário das ostras do ponto interno, em que foi registrado um máximo de

1176,276 NMP/g de E. coli, as do ponto externo tiveram quantidades bem menores,

com um máximo de 413,576 NMP/g destes microrganismos no início do experimento

(T=0h). Entretanto, depois de iniciada a depuração, o maior valor (544,097 NMP.g

-1

)

foi registrado depois de 72 horas de depuração, nas ostras da réplica 1 e os

menores (0,206 NMP.g

-1

) na réplica 2 depois de 168 horas de depuração, ambos

nas que receberam alimento. Em linhas gerais ainda pode ser observado que,

principalmente nas ostras do ponto interno, as que receberam alimento, apesar de

terem tido mais E. coli no T=0h, depuraram com maior rapidez (Figura 22).

150

300

450

600

750

900

1050

1200

S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3 S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3

Ponto Externo Ponto Interno

0 h

48 h

72 h

96 h

120 h

168 h

192 h

E. coli (NMP.g

-1

)

150

300

450

600

750

900

1050

1200

S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3 S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3

Ponto Externo Ponto Interno

0 h

48 h

72 h

96 h

120 h

168 h

192 h

E. coli (NMP.g

-1

)

S/A = sem alimento; C/A = com alimento; 1,2 e 3 = réplicas dos aquários

FIGURA 22 – Valores absolutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas na primavera.

A Figura 23 mostra que nas ostras do ponto externo que não receberam

alimentação a contaminação era menor no T=0h do que nas ostras com

alimentação. Após 96h de depuração, os valores de E. coli nas que não receberam

alimento se aproximaram de zero, enquanto que nas ostras que receberam

alimentação isso ocorreu após 48h.

48h

01020

30 40

Tempo de depuração

E.coli (NMP.g

-1

)

48h

01020

30 40

Tempo de depuração

E.coli (NMP.g

-1

)

72h

96h

120h

168h

192h

48h 96h 192h

100

200 300

400

500

Tempo de depuração

coli (NMP.g

)

48h 96h 192h

100

200 300

400

500

Tempo de depuração

coli (NMP.g

)

72h

120h

168h

48h 96h 192h

100

200 300

400

500

Tempo de depuração

coli (NMP.g

)

48h 96h 192h

100

200 300

400

500

Tempo de depuração

coli (NMP.g

)

72h

120h

168h

FIGURA 23 – Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas na primavera, no ponto

externo. A = sem alimento; B = com alimento.

No ponto interno a equação de regressão mostra que as ostras que não

receberam alimento estiveram quase que isentas de E. coli em três momentos: 48h,

96h e 168h. Já as ostras que receberam organismo alimento apresentaram

contaminação baixa a partir de 48h, com leve aumento em 72h, mas voltando a

baixar após 96h de depuração (Figura 24).

200

400

600

800

1000

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

200

400

600

800

1000

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

72h

96h

120h

168h

192h

0 200 400 600

800 1000 1200

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

0 200 400 600

800 1000 1200

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

72h

96h

120h

168h

192h

FIGURA 24– Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas na primavera, no ponto interno.

A = sem alimento; B = com alimento.

4.5.3 Depuração das ostras coletadas no verão

Enquanto no início do experimento (T=0h) a quantidade de E. coli nas ostras

do ponto externo foi muito semelhante nas três réplicas sem alimento, houve

variação de uma para outra, com um máximo de 1.237,78 NMP/g

de E. coli na

réplica 2, nas que foram alimentadas (Figura 25).

É importante ressaltar ainda que, apesar de ter havido redução do número

destes microorganismos nas ostras do ponto acima citado ao longo do período de

depuração, pode ser observado, tanto nas ostras com, quanto nas sem alimento,

redução drástica destes microorganismos, com um mínimo de 4,05 NMP/g de E. coli

nas ostras da réplica 3 sem alimento que estavam depurando por 48 horas, nas da

réplica 2 com alimento em 72 e na da réplica 1 sem alimento em 96 horas, seguido

de um aumento entre as 120 e 168 horas e nova redução depois de 192 horas.

No ponto interno, de uma maneira geral, as ostras analisadas no início do

experimento de depuração (T0) foram as que apresentaram, durante o verão, os

maiores valores de E. coli. Exceção foram as da réplica 3 com alimento que, depois

de 48 horas de depuração, continham a maior quantidade (1.466,42 NMP.g

-1

) destes

microorganismos. Já seu menor número (14,92 NMP.g

-1

) foi observado nas ostras

da réplica 1 que não receberam alimento depois de 72 horas de depuração.

200

400

600

800

1000

1200

1400

S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3 S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3

Ponto Externo Ponto Interno

0 h

48 h

72 h

96 h

120 h

168 h

192 h

E. coli (NMP.g

-1

)

200

400

600

800

1000

1200

1400

S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3 S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3

Ponto Externo Ponto Interno

0 h

48 h

72 h

96 h

120 h

168 h

192 h

E. coli (NMP.g

-1

)

S/A = sem alimento; C/A = com alimento; 1,2 e 3 = réplicas dos aquários

FIGURA 25 – Valores absolutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no verão.

A equação de regressão mostra a semelhança entre o comportamento das

ostras do ponto externo que receberam e das que não receberam microalga durante

a depuração. Inicialmente nos dois casos elas estavam bem contaminadas, porém,

após 48h de depuração houve uma grande redução na quantidade de E. coli. Em

120h houve novo aumento destes microrganismos tanto nas ostras que foram

alimentadas quanto nas que não receberam alimento. Uma nova redução pode ser

observada após 192h de depuração (Figura 26).

200 400

600

800

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

200 400

600

800

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

72h

96h

120h

168h

192h

200

400 600

800 1000 1200

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

200

400 600

800 1000 1200

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

72h

96h

120h

168h

192h

FIGURA 26 – Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no verão, no ponto externo. A = sem

alimento; B = com alimento.

A Figura 27 mostra que as ostras do ponto interno coletadas no verão

depuraram muito pouco. Somente é possível notar que houve uma redução de E.coli

nas ostras (tanto as que receberam alimento, quanto as que não o receberam) após

168h de depuração, seguido por um aumento em 192h.

200

400 600

800 1000 1200 1400

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

200

400 600

800 1000 1200 1400

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

72h

96h

120h

168h

192h

0 200 400

600

800

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

0 200 400

600

800

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

96h 120h 168h

72h

192h

FIGURA 27 – Equação de regressão logaritma das ostras depuradas no verão, no ponto interno. A = sem alimento;

B = com alimento

4.5.4 Depuração das ostras coletadas no outono

Como pode ser observado na Figura 28 depois de 72 horas de depuração nas

ostras da réplica 1 com alimento do ponto externo não puderam ser detectadas E.

coli. Resultados semelhantes foram registrados nas ostras da réplica 1 sem

alimento depois de 96 horas de depuração.

No mesmo ponto os máximos (1.273,51 NMP.g

-1

) de E. coli

foram nas ostras

da réplica 1que não receberam microalgas, depois de 72 horas de depuração.

Com relação aos resultados do ponto interno a Figura 28 mostra que no

período de estudo nem sempre o máximo de E. coli foi no T0, mas sim,

consistentemente depois de 72 horas de depuração. Seu número máximo (1.753,33

NMP.g

-1

) foi registrado nas ostras da réplica 2 que não receberam organismo

alimento, depois de 72 horas e o mínimo (0,16 NMP.g

-1

) nas ostras da réplica 3 sem

alimento, depois de 120 horas de depuração.

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3 S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3

Ponto Externo Ponto Interno

0 h

48 h

72 h

96 h

120 h

168 h

192 h

E. coli (NMP.g

-1

)

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3 S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3

Ponto Externo Ponto Interno

0 h

48 h

72 h

96 h

120 h

168 h

192 h

E. coli (NMP.g

-1

)

S/A = sem alimento; C/A = com alimento; 1,2 e 3 = réplicas dos aquários

FIGURA 28 – Valores absolutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no outono.

A análise de regressão mostrou que neste período, no ponto externo, houve

pouca variação na depuração das ostras que não receberam alimento. Já as ostras

que receberam organismo alimento, apresentaram quantidades elevadas de E. coli

no inicio do experimento e a taxa de eliminação desses microorganismos foi elevada

a partir das 48h de depuração. Pode-se observar um aumento em 168h e nova

redução em 192h. (Figura 29).

48h

96h 168h

50 100 150

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

96h 168h

50 100 150

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

72h 120h 192h

100 200 300 400

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

96h 168h

Tempo de depuração

100 200 300 400

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

96h 168h

Tempo de depuração

72h

120h

192h

FIGURA 29 – Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no outono, no ponto externo.

A = sem alimento; B = com alimento.

As ostras adquiridas no cultivo do ponto interno durante o outono sofreram

grandes variações durante o experimento de depuração. O lote escolhido para não

receber alimento chegou do campo bem menos contaminado do que o lote escolhido

para receber organismo alimento. Durante a depuração as ostras que receberam

alimentação depuraram mais rapidamente do que as que não o receberam. Após

48h as ostras que receberam microalgas mantiveram as quantidades de E. coli

próximas a zero até 168h de depuração, quando sofreram uma pequena elevação,

voltando a reduzir a contaminação em 192h (Figura 30).

48h 96h 168h

100

200

300

400

500

600

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h 96h 168h

100

200

300

400

500

600

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

72h

120h

192h

48h

96h

168h

500

1000

1500

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

96h

168h

500

1000

1500

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

72h

120h

192h

FIGURA 30 – Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no outono, no ponto interno. A

= sem alimento; B = com alimento.

4.5.5 Depuração das ostras coletadas no inverno

Consistentemente neste período do ano as ostras dos dois cultivadores

tiveram valores muito baixos de E. coli no T=0h (análise inicial). Por isto, em

decorrência da metodologia adotada, principalmente quanto às diluições, não foi

possível detectar a quantidade inicial (T0) de E. coli na carne da ostra das réplicas

PI S/A1, PE S/A2 e PE C/A3, e tampouco sua quantidade depois de 48 horas de

depuração das réplicas PI S/A1, PI S/A2, PI S/A3, PI C/A1, PI C/A2, PE S/A1, PE

S/A3, PE C/A1, e PE C/A3.

Dentre as ostras em que foram encontradas E. coli no ponto externo os

menores valores deste microrganismo (0,21 NMP.g

-1

), foram nas ostras da réplica 2

que não receberam alimento depois de 168 horas de depuração e o maior valor foi

de 724,43 NMP.g

-1

nas ostras da réplica 3, também sem alimentação, que haviam

depurado por 120 horas (Figura 31).

No ponto interno, dentre as ostras em que foram encontradas E. coli, o menor

valor deste microrganismo foi de 0,47 NMP.g

-1

no T0 nas ostras da réplica 2 que não

receberam microalgas. Já o maior foi de 356,87 NMP.g

-1

, nas ostras da réplica 3 que

depuraram por 120 horas, também sem alimentação (Figura 31).

E. coli (NMP.g

-1

)

100

200

300

400

500

600

700

S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3 S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3

Ponto Externo Ponto Interno

0 h

48 h

72 h

96 h

120 h

168 h

192 h

E. coli (NMP.g

-1

)

100

200

300

400

500

600

700

S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3 S/A1 S/A2 S/A3 C/A1 C/A2 C/A3

Ponto Externo Ponto Interno

0 h

48 h

72 h

96 h

120 h

168 h

192 h

S/A = sem alimento; C/A = com alimento; 1,2 e 3 = réplicas dos aquários

FIGURA 31 – Valores absolutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no inverno.

Em decorrência das dificuldades encontradas nas diluições, a depuração das

ostras durante o inverno foi intrincada. Pode-se perceber uma pequena semelhança

entre as ostras que receberam alimentação com as que não receberam. Houve uma

ligeira diminuição dos valores do NMP de E. coli em 96h de depuração, um aumento

em 120h, novamente uma queda em 168h, mantendo-se quase igual em 192h

(Figura 32).

Neste período do ano pode ser observado que nas ostras provenientes da

estação externa houve uma depuração maior das que não receberam alimento.

Entretanto, nos dois casos houve uma ligeira diminuição dos valores de E. coli em

96h de depuração, um aumento em 120h, nova redução em 168h, sendo que as

ostras que não receberam alimento apresentaram menor quantidade deste

microorganismo em 192 horas de depuração (Figura 32).

48h

96h

168h

0 100 200

300

400

Tempo de depuração

E. coli (

NMP.g

)

48h

96h

168h

0 100 200

300

400

Tempo de depuração

(

NMP.g

)

72h

120h

192h

48h

96h

168h

0 100 200

300

400

Tempo de depuração

E. coli (

NMP.g

)

48h

96h

168h

0 100 200

300

400

Tempo de depuração

(

NMP.g

)

72h

120h

192h

0h 48h

96h

100

200

300

400

500

600

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

0h 48h

96h

100

200

300

400

500

600

Tempo de depuração

(NMP.g

-1

)

72h

120h

168h

192h

0h 48h

96h

100

200

300

400

500

600

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

0h 48h

96h

100

200

300

400

500

600

Tempo de depuração

(NMP.g

-1

)

72h

120h

168h

192h

FIGURA 32 – Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no inverno, no ponto externo. A = sem

alimento; B = com alimento

A Figura 33 mostra que as ostras do ponto interno praticamente não

depuraram, mantendo valores próximos a 250 NMP de E. coli por grama de carne de

ostra até as 168 horas. Porém depois de 192 horas houve uma grande redução

desses microrganismos, principalmente nas ostras que receberam organismo

alimento.

48h

72h 168h

100

150

200 250

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

48h

72h 168h

100

150

200 250

Tempo de depuração

E. coli (NMP.g

-1

)

120h

96h

192h

48h

96h

168h

050

100

150 200 250

300 350

Tempo de depuração

E.coli (NMP.g

-1

)

48h

96h

168h

050

100

150 200 250

300 350

Tempo de depuração

E.coli (NMP.g

-1

)

72h

120h

192h

FIGURA 33 – Equação de regressão logarítmica das ostras depuradas no inverno, no ponto interno. A = sem alimento;

B = com alimento.

4.5.6 Análise de Variância por quantidade de Escherichia coli

Na Tabela 4 e Figuras 34 e 35, encontram-se os resultados da ANOVA

quando comparados os diversos fatores que influenciaram os valores de E. coli nas

ostras.

Ao longo do período estudado houve variação significativa da quantidade de

E. coli nas ostras, com valores mais elevados no verão. O ponto do qual as ostras

foram retiradas também foi significativo, isto é as ostras do ponto interno estavam

mais contaminadas que as do ponto externo. Ao longo do período de depuração os

maiores valores de E. coli nas ostras foram registrados no início do experimento (T0)

e os menores depois de 48h.

A interconexão entre a coleta e o ponto mostrou-se significativa, sendo que as

ostras do ponto interno tinham mais E.coli na coleta de primavera, de verão (maiores

valores) e de outono. Já na coleta de inverno, a quantidade deste microorganismo

foi semelhante para os dois pontos analisados.

A coleta e o tempo de depuração juntos foram significativos, mostrando que

as maiores quantidades de E. coli foram encontradas no T=0h, na coleta de verão,

de primavera e de outono, respectivamente.

Os fatores ponto e tempo de depuração mostraram-se significativos e

evidenciaram que as ostras do ponto interno estavam mais contaminadas em

praticamente todos os tempos de depuração. Exceção pôde ser observada no

T=120h, em que as ostras do ponto externo estavam mais contaminadas.

A junção dos fatores coleta, ponto e tempo de depuração foi significativa,

evidenciando que as ostras adquiridas na coleta da primavera, no ponto interno, no

tempo de depuração 0h estavam mais contaminadas, seguidas das ostras coletadas

no verão, no mesmo ponto e tempo de depuração.

O fator alimentação sozinho não foi significativo, porém quando analisado

juntamente com ponto e tempo de depuração e quando analisado junto com coleta,

ponto e tempo de depuração, apresentou variação significativa. No ponto interno, na

coleta de primavera, as ostras alimentadas chegaram a uma contaminação muito

próxima a zero nos tempos de depuração 96h, 120h e 168h. Na coleta de outono, no

mesmo ponto, tanto nas ostras que foram alimentadas, quanto nas que não foram,,

as quantidades de E. coli foram próximas a zero, nos tempos de depuração 96h,

120h e 168h. Já no ponto externo, na coleta realizada na primavera, as ostras

alimentadas estiveram menos contaminadas nos tempos 96h, 120h, 168h e 192h, e

as que não foram alimentadas, nos tempos 168h e 192h. Na coleta de outono, no

mesmo ponto, nas ostras que receberam organismo alimento os valores de E. coli

foram próximos a zero depois de 72h, 96h e 120h de depuração, e as que não

receberam microalgas, depois de 120h de depuração. Ainda no ponto externo, na

coleta de inverno, os menores valores de E.coli foram registrados em 48h de

depuração, tanto nas ostras que receberam alimentação, quanto nas que não o

receberam, e em 96h de depuração nas ostras que receberam organismo alimento.

TABELA 2 – RESULTADOS DA ANÁLISE DE VARIÂNCIA (ANOVA) COMPARANDO OS

DIFERENTES FATORES QUE INFLUENCIARAM NA QUANTIDADE DE E.COLI NAS OSTRAS.

Fatores Significância

Coleta (prima

inverno)

0,000000

vera, verão, outono,

Ponto

0,000000

Alimentação

0,938102

Tempo

0,000000

Coleta:Ponto

0,004525

Coleta:Alimen

0,186448

tação

Ponto:Alimen

0,942551

tação

Coleta: Temp

0,000000

Ponto:Tempo

0,000058

Alimentação:

0,094194

Tempo

Coleta:Ponto

0,936475

:Alimentação

Coleta:Ponto

0,000000

:Tempo

Coleta:Alimen

0,000003

tação:Tempo

Ponto:Alimen

0,705439

tação:Tempo

Coleta:Ponto

0,031655

:Alimentação:Tempo

S/A

Primavera

120

168

192

-400

-200

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

E.coli (NMP.g

-1

)

Verão

120

168

192

Outono

120

168

192

Inverno

120

168

192

FIGURA 34 - Representação gráfica da Análise de Variância (ANOVA) da relação da quantidade de

E. coli com a estação do ano, o ponto, a alimentação e o tempo de depuração, no ponto externo.

S/A

C/A

Primavera

120

168

192

-400

-200

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

E.coli (NMP.g

-1

)

Verão

120

168

192

Outono

120

168

192

Inverno

120

168

192

FIGURA 35 - Representação gráfica da Análise de Variância (ANOVA) da relação da quantidade de

E. coli com a estação do ano, o ponto, a alimentação e o tempo de depuração, no ponto interno.

5 DISCUSSÃO

O fato da temperatura da água superficial ter sido mais elevada no verão

coincide com os dados encontrados por Christo (2006) que efetuou, nos mesmos

pontos, entre outras, análises físico-químicas e microbiológicas da água de

superfície, coletada bimensalmente entre março de 2002 e março de 2003 em baixa-

mar de sizígia.

Os valores de salinidade foram semelhantes, isto é, maiores no ponto externo

e menores no ponto interno, aos registrados por Santos (2003), que efetuou, em

julho e agosto de 2002, estudos de parâmetros físico-químicos e microbiológicos em

águas superficiais nos mesmos locais da presente pesquisa. Com relação à estação

do ano, as salinidades registradas neste trabalho foram inversas às reportadas por

Christo (2006), isto é, enquanto a autora encontrou os maiores valores deste

parâmetro na coleta realizada no verão, na presente pesquisa eles foram registradas

na coleta de inverno. Tais diferenças podem estar relacionadas com a baixa

quantidade de chuvas registradas no inverno de 2008. Além disto, pode ter havido

variação em decorrência da diferença da altura da maré, já que a altura máxima de

maré foi registrada no inverno, e apenas no verão a coleta foi realizada em maré

vazante.

Já o potencial hidrogeniônico e a quantidade de seston diferiram de uma

pesquisa para outra. Enquanto Santos (2003) registrou valores iguais de pH de 7,82

nas duas estações, nesta pesquisa seus valores sempre foram mais elevados na

estação externa. Diferenças também foram registradas com relação à quantidade de

seston na água. Santos (2003) registrou valores muito mais elevados na estação

interna, e nesta pesquisa os seus valores, quando comparados período a período,

foram semelhantes, e na coleta de inverno sempre menores que os observados no

trabalho acima citado.

Com relação à quantidade de oxigênio dissolvido pode ser observado que na

presente pesquisa seus valores sempre foram mais elevados na estação externa

que na interna. Enquanto a estação externa é diretamente influenciada pela água da

plataforma continental adjacente, mais salina, mais pobre em nutrientes e mais rica

em oxigênio dissolvido, a interna se encontra em um braço de mar em que, que

recebe grande influência das águas dos rios adjacentes e, segundo Christo (2006), a

transparência é menor. Tais características levam a crer que a quantidade deste

parâmetro é diretamente influenciada pelo local. Ainda é importante ressaltar que as

águas da estação externa são mais agitadas que as da interna e que, portanto,

nelas pode haver maior introdução do oxigênio proveniente do ar em águas

superficiais. Ainda, comparando-se os valores deste parâmetro, obtidos nesta

pesquisa no inverno, com os registrados por Santos (2003), pode-se observar que,

enquanto a autora acima citada registrou, nas duas estações, valores próximos dos

100% de saturação, neste trabalho seus valores foram bem menores (em torno dos

50%). Tais resultados podem estar relacionados com a ausência de chuva e

conseqüente redução do aporte de água proveniente dos rios, nos dias que

antecederam a coleta realizada no inverno de 2008. É importante ressaltar ainda

que a maior quantidade de matéria orgânica particulada também foi registrada no

inverno. Grandes quantidades de matéria orgânica tendem a levar a um aumento de

bactérias heterotróficas, contribuindo assim a uma redução quantitativa do oxigênio

dissolvido.

Christo (2006) registrou valores mais elevados de E. coli na estação interna e

menores na externa. Características semelhantes foram observadas por Santos

(2003) no inverno do mesmo ano. Resultados diferentes foram observados nesta

pesquisa onde, na coleta de primavera, outono e inverno, os valores foram baixos

nos dois locais. Já na coleta de verão, houve um aumento significativo de E. coli,

principalmente no ponto externo. Como entre 2002 e 2008 foi implantado o sistema

de tratamento de esgoto em Guaratuba, era de se esperar que os resultados fossem

diferentes. Entretanto, segundo o engenheiro Wilson Barion (com. pess.) da

Companhia de Saneamento do Paraná (SANEPAR), as obras de manilhamento de

esgoto contemplam 45% da cidade, atuando principalmente nas regiões centrais e

bairros de veraneio. Como a região no entorno da Baía de Guaratuba ainda é

deficiente em redes de coleta e tratamento de esgoto, boa parte dos efluentes

servidos devem estar sendo despejados em suas águas. Além disto, há deficiências

no sistema de coleta e tratamento de esgoto proveniente de Caiobá, bairro do

município de Matinhos, situado na entrada da Baía de Guaratuba e muito

freqüentado por veranistas. Problema adicional passa a ser o grande contingente de

veranistas que freqüentam os municípios de Guaratuba e Matinhos durante o verão,

aumentando assim tanto a quantidade de águas servidas que tem que ser tratadas,

quanto as que são lançadas diretamente na baía. Durante este período as águas da

região ainda foram consistentemente consideradas, pelo Instituto Ambiental do

Paraná (IAP), impróprias para banho, o que corrobora com os resultados obtidos

nesta pesquisa.

Apesar do número de amostras analisadas nesta pesquisa ter sido menor que

o exigido pela Resolução nº 357 (BRASIL, 2005), pode ser constatado que a

quantidade de E. coli em todos os períodos estudados é maior que os limites

estabelecidos pela referida resolução, indicando que os pontos estudados não são

próprios para cultivos de bivalves. Ainda pode-se constatar que a quantidade de E.

coli está acima do permitido pela legislação americana que avalia as condições

microbiológicas das águas de cultivos (NSSP, 2003).

Muitos estudos evidenciam correlação inversa entre as quantidades de E. coli

na água e nas ostras. Kolm e Absher (2008) compararam a quantidade de E. coli em

espécies nativas (C. brasiliana e C. rhizophorae) e na água adjacente onde foram

coletadas na Baía de Paranaguá e concluíram que nos meses com maiores índices

de coliformes nas ostras (verão), os da água foram menores; Faria (2002), que

efetuou estudos com C. gigas proveniente de cultivos na Baía da Babitonga (SC) e

encontrou valores mais altos de E. coli na água no outono e inverno e nas ostras no

verão; Siqueira (2008) analisando semente de ostras do gênero Crassostrea

provenientes do estuário do Rio Vaza-Barris – SE , verificou valores altos de

coliformes termotolerantes na água e baixos nas sementes no período chuvoso e

relação inversa no período seco; Vieira (2008), analisou coliformes totais e

termotolerantes em águas e C. rhizophorae provenientes do estuário do Rio Pacoti –

CE e evidenciou que a contaminação da água de cultivo foi maior que a das ostras.

Entretanto, essas correlações não foram observadas no presente estudo, onde as

quantidades de E. coli nas ostras e na água foram consistentemente maiores no

verão. Segundo Absher (com. pess.), a correlação direta encontrada nessa pesquisa

pode estar relacionada com o aumento da quantidade de turistas no período de

verão, que levam ao aumento da quantidade de esgotos gerados e possivelmente

despejados na Baía, sem tratamento prévio. A maré vazante registrada no dia da

coleta de verão também pode ter influenciado na quantidade de E. coli encontrada

tanto nas ostras como na água superficial, já que segundo Andrews (1979) as ostras

possuem capacidade de filtração maior que 400 litros/dia.

Silva et al (2003) realizaram, entre março e outubro de 2002, um estudo com

C. rhizophorae, provenientes de um cultivo localizado no estuário do Rio Cocó-CE.

Os autores observaram contaminações entre <1,8 e 920 NMP/g de coliformes fecais

nas ostras, valores muito próximos aos encontrados na presente pesquisa, na qual o

número mais provável de E. coli/g de ostra foi entre 0,86 e 979,7 NMP/g, no tempo

0h de depuração.

Foram realizados ainda muitos trabalhos sobre depuração de bivalves. Dentre

eles podem ser citados Fox et al (1988), que trabalharam com Crassostrea virginica

em sistemas fechados de recirculação de água, com uma contaminação inicial de 92

NMP/100g de coliformes fecais. Segundo os autores após 24h de depuração a

contaminação caiu para 18 NMP/100g e desta forma eles sugeriram que depois de

48h era de se esperar que as ostras não tivessem mais concentrações significativas

de coliformes fecais; Belmonte e Espinosa (1984), trabalhando com Mytilus

chilensis, observaram que mexilhões com contaminação inicial de 24.000 NMP/100g

de coliformes fecais, atingiram 230 NMP/100g após 34h de tratamento; Rowse e

Fleet, citados por Souness e Fleet (1991), demonstraram que em 12h de depuração

a ostra Crassostrea commercialis, com níveis iniciais de 378 cels/g, eliminou toda

contaminação de E. coli e Salmonella charity; Suplicy (1998), observou padrão de

eliminação de bactérias fecais pelo mexilhão Perna perna, semelhantes aos estudos

citados, ratificando os resultados que indicam que a depuração de bactérias fecais

ocorre dentro de 48h, com a maior parte da eliminação ocorrendo nas primeiras 24h.

Na presente pesquisa, realmente, verificou-se um decréscimo de E. coli tanto nas

ostras alimentadas, quanto nas não alimentadas, provenientes dos dois pontos, nas

primeiras 48h na primavera, no verão e no outono, entretanto os valores do

microrganismo voltaram a subir nos demais tempos, tendendo a zerar somente entre

as 168 e 192 horas de depuração. Isso pode estar relacionado com a espécie

estudada, uma vez que poucos estudos de depuração foram realizados com

Crassostrea rhizophorae e Crassostrea brasiliana, e também com os lotes de

organismos escolhidos em cada tempo de depuração. Para realizar as análises,

lotes de diferentes organismos foram retirados dos aquários, uma vez que um

organismo analisado não poderia ter voltado para o aquário. Dessa forma, existe a

possibilidade de que os organismos analisados, por exemplo, depois 72h de

depuração, no outono, sem alimentação tenham tido quantidades maiores de E. coli

no inicio do experimento.

Levando-se em consideração a legislação nacional vigente, a Resolução -

RDC nº 12, de 2 de janeiro de 2001 da Agência Nacional de Vigilância Sanitária

(ANVISA) somente prevê limites estafilococos coagulase positivos e de Salmonella

sp. em moluscos bivalves "in natura", resfriados ou congelados, não consumidos

crus (BRASIL, 2001). Entretanto, sabe-se que está presente no hábito da população

brasileira, a ingestão de ostras cruas ou abertas no bafo. Desta forma, sugere-se

que sejam feitas alterações urgentes da legislação, incluindo limites de coliformes

termotolerantes e/ou E. coli em bivalves a serem consumidos sem cocção.

Já as legislações que vigoram internacionalmente são extremamente

rigorosas, levando-se em conta os elevados números de casos de doenças

vinculadas ao consumo de alimentos contaminados de origem marinha (YOUNGER

et al., 2003). A maioria dos países que produzem e comercializam frutos do mar

seguem legislações próprias, tomando como base os mercados da União Européia e

os Estados Unidos.

A Diretriz Européia 91/492/EEC, de 15 de julho de 1991 (EEC, 1991),

estabelece as normas sanitárias para a produção e a colocação de moluscos

bivalves vivos no Mercado Comum Europeu. As áreas para o cultivo são

classificadas seguindo padrões de qualidade microbiológica da carne dos moluscos

cultivados e divididas em classe A, classe B e classe C. As áreas classificadas como

classe A, podem apresentar 90% dos moluscos coletados com concentração de E.

coli menor que 230 NMP/100g ou 2,30 NMP/g. Nessa classe, os moluscos

cultivados nessas áreas podem ser introduzidos no mercado para o consumo

humano. A classe B determina que os moluscos cultivados em determinada área

não podem exceder 4.600 NMP de E. coli por 100g ou 46 NMP/g. Os moluscos

provenientes da classe B somente poderão ser colocados à venda após um

tratamento em centros de purificação ou após transposição em áreas classificadas

como A por determinado tempo descrito pela diretriz. As áreas nas quais os

moluscos cultivados apresentam um número entre 6.000 NMP e 60.000 NMP de

coliformes fecais por 100g de carne, são classificadas como classe C. A produção

de bivalves em áreas de classe C, obrigatoriamente, deve passar por um período

mínimo de dois meses de transposição, juntamente com um tratamento de

purificação (EEC, 1991). Tomando por base essa legislação, somente as ostras

analisadas no inverno, no tempo 0h de depuração (equivalente ao valor real de

contaminação no momento da retirada dos organismos do cultivo), tanto no ponto

interno, como no externo, calculando a média de 6 indivíduos analisados, podem ser

atribuídas à classe A. Porém, como houve um erro nas diluições durante esse

experimento de inverno, esses valores não podem ser considerados confiáveis. Os

demais períodos estudados apresentaram contaminação entre 979,7 NMP/g

(primavera, ponto interno) e 112,2 NMP/g (primavera, ponto externo).

Pouca informação sobre perda de peso durante a depuração foi encontrada

da literatura. Suplicy (1998) trabalhou com depuração de Perna perna e creditou a

perda de peso às desovas ocorridas durante o processo de depuração. Estudos

realizados por Belmonte e Espinosa (1984) com o mexilhão Mytilus chilensis,

mostram que após 25 horas de depuração ocorreu uma desova que causou turbidez

da água dentro dos tanques e levou os autores a renovar toda a água após 44 horas

de iniciado o processo. No presente estudo, pôde ser observada a presença de água

turva, durante a lavagem dos aquários, e a perda de peso foi verificada em quase

todos os tempos de depuração, desde o início (48h) até 192h. A perda de peso

causada pela desova durante a depuração implica prejuízos ao produtor, e, ainda

segundo Suplicy (1998), uma alteração visual dos mexilhões após o cozimento, que

pode prejudicar a imagem do produto perante o consumidor. Sugere-se que sejam

realizados estudos com ostras para verificar se elas também mudam o visual após o

cozimento.

6 CONCLUSÕES E SUGESTÕES

- A contaminação da água onde são feitos os cultivos foi maior no verão e

consistentemente maior no ponto externo.

- A perda de peso das ostras foi verificada em quase todos os tempos de depuração,

desde o início (48h) até 192h.

- A adição de alimento somente foi significativa na variação do peso das ostras no

outono e no inverno;

- O tempo de depuração foi o único fator que influenciou no peso das ostras durante

- Ao longo do período estudado houve variação significativa da quantidade de E. coli

nas ostras, com valores mais elevados no verão;

- As ostras adquiridas do ponto interno apresentaram maior contaminação por E. coli

que as do ponto externo;

- Os maiores valores de E. coli nas ostras foram registrados no início do experimento

(0h) e os menores depois de 48h;

- A adição ou não de alimento não foi significativa com relação à quantidade de E.

coli nas ostras durante todo tempo de depuração e todas as coletas realizadas;

- A quantidade de E. coli nas ostras tende a zerar entre as 168h e 192h de

depuração;

- A pesquisa evidenciou correlação direta entre as quantidades de E. coli na água e

nas ostras;

- As análises de água e de ostras indicam que a falta de um sistema de coleta e

tratamento de esgotos sanitários está influenciando a qualidade da água destinada à

maricultura na Baía de Guaratuba;

- Sugere-se que sejam realizados outros estudos de depuração de ostras da região,

utilizando C. rhizophorae e C. brasiliana;

- Sugere-se que sejam realizados novos estudos sobre a correntometria da Baía de

Guaratuba, com a finalidade de entender qual a movimentação dos poluentes e

contaminantes na baía;

- Alterações urgentes devem ser feitas na legislação brasileira, incluindo limites de

coliformes termotolerantes e/ou E. coli em bivalves a serem consumidos crus;

- Depurações de ostras devem durar pelo menos 168 horas nas depuradoras que

estão sendo implantadas no litoral do Paraná.

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ANEXOS

ANEXO 1 - Dados brutos dos parâmetros físico-químicos, E. coli, maré e pluviosidade

utilizados na Análise dos Componentes Principais (PCA).

Coleta_Ponto Temp. Sal. pH

E. coli

água

Seston

mg/L

OD% Pluv.

MOP

mg/L

Maré

E. coli

ostra

Primavera_Interno 24 19 7,31 147 144,8 125,23 79,4 0,1224 73,49 841,6305

Primavera_Interno 24 20 7,35 175,66 143 121,721 79,4 0,1239 73,49 992,3805

Primavera_Interno 25 21 7,39 52 192,8 130,8073 79,4 0,1227 73,49 1105,35

Primavera_Externo 25 23 7,61 118,33 106 150,9782 79,4 0,1235 84 44,7135

Primavera_Externo 25 22 7,7 28,33 106 158,6896 79,4 0,1243 84 50,574

Primavera_Externo 25 22 7,75 38,66 100,3 154,7369 79,4 0,1245 84 241,3435

Verão_Interno 26,5 13 7,28 293,33 256,6 86,0342 109,4 0,1223 63,8 1098,65

Verão_Interno 27 13 7,33 538,66 254,8 94,3494 109,4 0,1216 63,8 796,215

Verão_Interno 27 12 7,34 2043,66 274,5 90,50771 109,4 0,1223 63,8 789,355

Verão_Externo 27 15 7,75 2043,66 259,2 117,6577 109,4 0,1208 59 715,69

Verão_Externo 27 14 7,66 2289 253,1 117,3766 109,4 0,1209 59 891,315

Verão_Externo 27 15 7,78 645 256,8 114,6592 109,4 0,1208 59 876,89

Outono_Interno 23 21 7,63 184,66 53,8 139,6741 129,5 0,1204 26,16 349,625

Outono_Interno 24 23 7,62 165 55 126,1322 129,5 0,1202 26,16 260,01

Outono_Interno 23,5 23 7,63 191 53,6 123,299 129,5 0,1208 26,16 1183,765

Outono_Externo 22,5 19 7,9 291 41 170,7009 129,5 0,121 31,35 436,715

Outono_Externo 22 18 7,92 404,33 45,7 155,8281 129,5 0,121 31,35 261,12

Outono_Externo 23 17 7,99 326,33 48,9 164,5752 129,5 0,121 31,35 190,43

Inverno_Interno 19 27 7,95 40,66 15,7 53,06178 4,6 0,1217 84,49 0,235

Inverno_Interno 19 28 7,99 36,66 17 76,08441 4,6 0,1247 84,49 1,195

Inverno_Interno 18,5 29 8,02 32,66 20,4 49,596 4,6 0,1244 84,49 1,15

Inverno_Externo 19,5 34 8,23 76,66 28,3 75,1919 4,6 0,1264 100,2 3,485

Inverno_Externo 19 35 8,27 51,66 28,6 67,91011 4,6 0,1256 100,2 4,125

Inverno_Externo 19 35 8,27 88,66 24,6 74,08947 4,6 0,1245 100,2 3,52

ANEXO 2 – Valores brutos do ganho ou perda de peso das ostras durante a depuração

realizada na primavera. S/A = sem alimentação, C/A = com alimentação.

Ponto Tempo Aquário

Ganho/Perda

peso S/A (g)

Ganho/Perda

peso C/A (g)

1 0,536667 0,413333

2 0,530000 0,673333

48h

3 0,740000 0,826667

1 0,903333 1,076667

2 1,093333 0,833333

72h

3 0,676667 1,350000

1 0,763333 1,163333

2 1,383333 0,656667

96h

3 1,163333 0,843333

1 1,090000 1,533333

2 1,816667 1,593333

120h

3 1,590000 1,530000

1 1,016667 0,396667

2 0,673333 0,280000

168h

3 0,256667 0,436667

1 0,483333 0,653333

2 0,736667 0,606667

Ponto Externo

192h

3 0,690000 0,713333

1 0,760000 -0,436667

2 0,710000 0,590000

48h

3 1,116667 0,886667

1 1,243333 1,003333

2 1,173333 1,370000

72h

3 1,453333 1,433333

1 1,230000 1,883333

2 1,160000 1,433333

96h

3 1,473333 1,836667

1 0,313333 2,036667

2 2,240000 2,703333

120h

3 2,446667 2,273333

1 1,803333 0,586667

2 0,096667 0,523333

168h

3 0,563333 -0,553333

1 0,570000 0,663333

2 1,480000 -0,360000

Ponto Interno

192h

3 0,710000 0,483333

ANEXO 3 – Valores brutos do ganho ou perda de peso das ostras durante a depuração

realizada no verão. S/A = sem alimentação, C/A = com alimentação.

Ponto Tempo Aquário

Ganho/Perda

peso S/A (g)

Ganho/Perda

peso C/A (g)

1 1,01667 0,50000

2 0,49000 1,23000

48h

3 0,56667 0,63667

1 1,57000 1,15667

2 1,67333 1,52333

72h

3 1,44000 1,50667

1 1,63667 3,73000

2 1,91667 2,96333

96h

3 1,84000 1,81333

1 2,54333 3,01333

2 3,07000 2,37667

120h

3 2,31000 2,57667

1 0,33667 0,95000

2 0,22667 1,12333

168h

3 0,59000 0,15667

1 1,16333 0,80000

2 0,79000 1,97333

Ponto Externo

192h

3 0,54667 -1,36667

1 0,73000 0,98333

2 0,04333 -2,26333

48h

3 0,77000 -0,99333

1 2,79333 1,41667

2 1,74667 1,76667

72h

3 2,18667 1,53333

1 2,66000 0,17000

2 2,14000 2,54333

96h

3 1,99000 2,07333

1 0,52000 2,47333

2 1,90333 2,16667

120h

3 2,57000 2,78667

1 0,02000 1,39333

2 0,56333 0,55000

168h

3 1,19333 -0,11333

1 0,59000 -2,15333

2 0,83667 1,07000

Ponto Interno

192h

3 -1,36667 1,47000

ANEXO 4 – Valores brutos do ganho ou perda de peso das ostras durante a depuração

realizada no outono. S/A = sem alimentação, C/A = com alimentação.

Ponto Tempo Aquário

Ganho/Perda

peso S/A (g)

Ganho/Perda

peso C/A (g)

1 1,31667 1,00333

2 1,07000 1,00000

48h

3 4,07000 1,64667

1 1,30333 1,08000

2 1,49000 1,33667

72h

3 2,53000 1,70667

1 1,54667 1,91333

2 1,75667 1,40333

96h

3 2,71000 2,89333

1 3,01667 1,45333

2 2,78667 2,03333

120h

3 2,39667 3,30333

1 0,07000 1,13000

2 2,30000 1,61667

168h

3 1,97667 1,59000

1 1,44333 0,66667

2 4,72000 1,39000

Ponto Externo

192h

3 2,05667 1,09333

1 -1,12667 0,76667

2 -1,23333 1,26667

48h

3 -1,58333 2,98000

1 -1,48333 1,18333

2 -1,82333 0,96667

72h

3 -1,86000 3,51333

1 1,09667 1,26667

2 -1,10667 1,76000

96h

3 -1,43667 3,48667

1 -0,78333 1,57333

2 -1,25667 0,56667

120h

3 0,72333 4,47000

1 -0,52000 1,08000

2 0,15000 1,15333

168h

3 1,76333 4,86000

1 -1,12333 0,85000

2 0,36667 0,65333

Ponto Interno

192h

3 1,18333 3,02667

ANEXO 5 – Valores brutos do ganho ou perda de peso das ostras durante a depuração

realizada no inverno. S/A = sem alimentação, C/A = com alimentação.

Ponto Tempo Aquário

Ganho/Perda

peso S/A (g)

Ganho/Perda

peso C/A (g)

1 0,22667 1,49333

2 -1,74000 0,61000

48h

3 0,13000 0,63333

1 0,92667 0,96333

2 0,34333 0,56667

72h

3 0,54000 1,20333

1 1,04333 1,45000

2 0,67000 0,42000

96h

3 0,94333 0,80667

1 0,71333 1,06667

2 0,91667 0,68000

120h

3 1,33000 0,71333

1 0,08333 -0,03667

2 0,55333 1,51333

168h

3 0,36000 1,67000

1 0,35667 1,06000

2 0,25667 0,67000

Ponto Externo

192h

3 1,07333 0,91333

1 0,80667 0,41667

2 0,66000 1,12667

48h

3 0,48000 0,44000

1 0,76667 0,95667

2 0,92000 -2,20000

72h

3 0,97333 1,19000

1 1,44333 1,30667

2 1,00667 1,20000

96h

3 1,08667 1,89333

1 0,85333 1,58333

2 0,98000 1,88000

120h

3 1,20000 1,82000

1 -0,28000 0,93000

2 -2,39667 0,69000

168h

3 -0,80333 1,22000

1 -1,19000 1,47000

2 -1,47000 0,75000

Ponto Interno

192h

3 -1,54000 0,86000

ANEXO 6 – Valores brutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas na primavera. S/A = sem alimentação, C/A = com alimentação, 1, 2 e 3 = réplicas.

0 h 48 h 72 h 96 h 120 h 168 h 192 h

S/A1 43,48 0,658 3,686 127,45 351,30 2,044 0,6434

S/A2 45,947 0,5212 13,658 2,060 320,474 0,206 1,115

S/A3 23,435 1,321 11,951 2,646 1,667 1,131 0,314

C/A1 77,713 0,487 544,097 0,612 0,863 2,215 0,306

C/A2 69,111 0,643 4,943 0,553 6,981 5,200 0,197

Ponto

Externo

C/A3 413,576 0,681 1,790 1,910 0,665 0,783 0,84

S/A1 1091,973 54,434 9,357 781,272 263,883 52,862 259,031

S/A2 591,288 1,280 32,631 434,433 76,314 29,340 106,176

S/A3 808,485 1,908 21,275 496,356 67,823 71,290 72,004

C/A1 1176,276 8,108 609,624 41,192 45,489 110,703 31,027

C/A2 1107,875 8,463 82,510 36,833 27,136 76,072 22,746

Ponto

Interno

C/A3 1102,825 6,803 31,151 26,956 27,481 51,796 18,642

ANEXO 7 – Valores brutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no verão. S/A = sem alimentação, C/A = com alimentação, 1, 2 e 3 = réplicas.

0 h 48 h 72 h 96 h 120 h 168 h 192 h

S/A1 884,14 4,20 14,50 8,78 435,96 173,07 83,64

S/A2 547,24 9,53 9,62 9,65 368,84 200,63 6,93

S/A3 835,62 4,05 75,76 41,74 286,02 246,64 63,05

C/A1 947,01 208,71 25,94 30,40 902,83 212,99 63,03

C/A2 1237,78 202,55 8,27 94,20 287,85 199,30 76,02

Ponto

Externo

C/A3 516,00 23,20 21,68 56,41 378,65 144,98 100,16

S/A1 1382,62 179,56 14,92 506,69 452,46 39,10 281,99

S/A2 814,68 86,43 22,07 349,03 689,34 20,26 17,49

S/A3 892,84 98,84 701,33 344,74 597,43 79,72 287,87

C/A1 699,59 18,57 722,26 348,78 564 31,69 95,03

C/A2 725,07 66,20 520,34 240,83 417,56 9,66 646,95

Ponto

Interno

C/A3 853,64 1466,42 517 155,33 587,28 66,27 383,38

ANEXO 8 – Valores brutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no outono. S/A = sem alimentação, C/A = com alimentação, 1, 2 e 3 = réplicas.

0 h 48 h 72 h 96 h 120 h 168 h 192 h

S/A1 399,26 5,86 1273,51 0 3,06 136,21 6,99

S/A2 474,17 2,15 3,19 1,75 1,47 170,66 12,17

S/A3 91,35 5,61 5,71 1,35 1,06 199,62 4,14

C/A1 430,89 1,02 0 2,38 2,78 156,85 5,97

C/A2 152,47 3,69 11,86 1,35 1,06 46,36 3,82

Ponto

Externo

C/A3 228,39 2,81 4,7 2,3 0,85 184,55 4,49

S/A1 628 54,88 1448,86 2,97 5,19 303,24 12,73

S/A2 71,25 54,33 1753,33 9,43 1,63 95,54 1,39

S/A3 211,98 76,6 750,17 1,24 0,16 80,21 1,91

C/A1 308,04 15,47 975,64 3,57 0,56 142,32 2,88

C/A2 917,68 18,28 13,7 3,21 0,81 437,67 1,78

Ponto

Interno

C/A3 1449,85 14,55 17,38 4,26 4,65 320,88 9,41

ANEXO 9 – Valores brutos de E. coli ao longo do período de depuração das ostras

coletadas no inverno. S/A = sem alimentação, C/A = com alimentação, 1, 2 e 3 = réplicas.

0 h 48 h 72 h 96 h 120 h 168 h 192 h

S/A1 6,97 0 320,9 265,94 425,77 0,56 396

S/A2 0 2,53 108,88 1,47 362,42 0,21 83,47

S/A3 5,98 0 314,83 29,89 724,43 1,98 19,28

C/A1 2,27 0 78,74 0,86 510,46 1,39 31,9

C/A2 7,04 1,21 566,3 2,85 142,38 2,29 317,32

Ponto

Externo

C/A3 0 0 333,28 53,16 580,23 4,1 370,27

S/A1 0 0 224,03 178,14 275,89 283,65 30,55

S/A2 0,47 0 186,5 115,57 225,28 221,19 200,46

S/A3 1,48 0 211,98 212,43 278,11 165,52 238,14

C/A1 0,91 0 183,36 31,49 274,33 259,3 36,56

C/A2 0,48 0 277,47 230,43 267,95 322,61 10,1

Ponto

Interno

C/A3 1,82 2,59 313,01 264,72 356,87 221,88 42,56

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