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COPPE/UFRJCOPPE/UFRJ
DESENVOLVIMENTO DE MEMBRANAS DE OSMOSE INVERSA RESISTENTES
À DEPOSIÇÃO DE MATÉRIA ORGÂNICA E BIOINCRUSTAÇÕES
Ana Carolina Miranda Costa
Tese de Doutorado apresentada ao Programa de
Pós-graduação em Engenharia Química, COPPE,
da Universidade Federal do Rio de Janeiro, como
parte dos requisitos necessários à obtenção do
título de Doutor em Engenharia Química.
Orientador(es): Cristiano Piacsek Borges
Maria Elizabeth Ferreira Garcia
Rio de Janeiro
Junho de 2009
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DESENVOLVIMENTO DE MEMBRANAS DE OSMOSE INVERSA RESISTENTES
À DEPOSIÇÃO DE MATÉRIA ORGÂNICA E BIOINCRUSTAÇÕES
Ana Carolina Miranda Costa
TESE SUBMETIDA AO CORPO DOCENTE DO INSTITUTO ALBERTO LUIZ
COIMBRA DE PÓS-GRADUAÇÃO E PESQUISA DE ENGENHARIA (COPPE) DA
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO COMO PARTE DOS REQUISITOS
NECESSÁRIOS PARA A OBTENÇÃO DO GRAU DE DOUTOR EM CIÊNCIAS EM
ENGENHARIA QUÍMICA.
Aprovada por:
________________________________________________
Prof. Cristiano Piacsek Borges, D.Sc
________________________________________________
Drª Maria Elizabeth Ferreira Garcia, D.Sc
________________________________________________
Profª. Magali Christe Cammarota, D.Sc.
________________________________________________
Profª. Maria José de Oliveira Cavalcanti Guimarães, D.Sc
________________________________________________
Prof. Tito Livio Moitinho Alves, D.Sc
________________________________________________
Dr. Ronaldo Nobrega, D.Sc.
RIO DE JANEIRO, RJ - BRASIL
JUNHO DE 2009
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iii
Costa, Ana Carolina Miranda
Desenvolvimento de membranas de osmose inversa
resistentes à deposição de matéria orgânica e
bioincrustações/ Ana Carolina Miranda Costa. – Rio de
Janeiro: UFRJ/COPPE, 2009.
X, 122 p.: il.; 29,7 cm.
Orientador: Cristiano Piacsek Borges
Maria Elizabeth Ferreira Garcia
Tese (doutorado) – UFRJ/ COPPE/ Programa de
Engenharia Química, 2009.
Referencias Bibliográficas: p. 101-122.
1. Osmose inversa. 2. Bioincrustações. 3. Modificação
de membranas I. Borges, Cristiano Piacsek et al. II.
Universidade Federal do Rio de Janeiro, COPPE,
Programa de Engenharia Química. III. Titulo.
iv
AGRADECIMENTOS
Ao querido e amado José Maurício e também a minha pequenininha Laura, pela ajuda e
compreensão durante esses anos, que foram difíceis e de tanta dedicação ao trabalho.
Aos meus maravilhosos pais, Paulo e Sonia, e irmãos, Nadja, Carlos e Paula, pelo apoio e
pela força que sempre me deram, principalmente agora no final da tese.
Aos meus queridos orientadores, Cristiano e Beth, por me incentivarem e me indicarem
sempre qual o melhor caminho a seguir para obter os melhores resultados.
Aos meus familiares: Alice, Rogério, Naná, Gaby, Bia, Marina, Pedro, Olivia, Ana, Andréa,
Maurinho, Luciana, Paulo Henrique, Arthur e Flavio, vovó Tereza e Tia Silvinha.
Ao pessoal do Laboratório de Membranas (PAM), agradeço toda a ajuda recebida, que não foi
pouca. Em especial, agradeço ao Bob e a Mariana, que estão sempre prontos para nos ajudar.
E ainda agradeço a Gaby, a Dani e a Paula pela compreensão e apoio.
Agradeço também aos meus amigos da sala 33, Fred, Walter, Alan e Rafael que conviveram e
ainda convivem comigo e sempre me auxiliaram.
A minha querida amiga e irmã do coração Luzia, por me entender e me aturar nos momentos
bons e ruins.
Agradeço especialmente a Lívia, por ter me ajudado com os experimentos durante minha
gravidez e ainda ao professor Ulisses, pelas análises de epifluorescência e ao Eduardo do
IMA, pelas análises de RMN.
Por fim, agradeço a todos que direta e indiretamente me ajudaram para que eu atingisse com
sucesso os objetivos propostos nesta tese.
Agradeço também o apoio financeiro recebido pelo CNPQ.
v
Resumo da Tese apresentada à COPPE/UFRJ como parte dos requisitos necessários para a
obtenção do grau de Doutor em Ciências (D.Sc.)
DESENVOLVIMENTO DE MEMBRANAS DE OSMOSE INVERSA RESISTENTES À
DEPOSIÇÃO DE MATÉRIA ORGÂNICA E BIOINCRUSTAÇÕES
Ana Carolina Miranda Costa
Junho/2009
Orientadores: Cristiano Piacsek Borges
Maria Elizabeth Ferreira Garcia
Programa: Engenharia Química
Um dos maiores problemas das membranas de osmose inversa é o surgimento de
bioincrustações em suas superfícies, que pode resultar em perdas irreversíveis da
produtividade. Um grande desafio desse processo é o desenvolvimento de novas membranas
resistentes a essas incrustações.
Na presente tese, foi proposta a modificação da superfície de uma membrana
comercial de poliamida através de recobrimento com poli(álcool vinílico) (PVA). Esse
polímero foi escolhido por ser um material hidrofílico e com baixo potencial a incrustações.
Além disso, foi estudada a introdução da própolis verde brasileira na solução de PVA, de
modo a tornar as membranas mais resistentes à formação de biofilmes. Após o recobrimento,
a membrana foi analisada quanto às propriedades de transporte (rejeição e permeabilidade
hidráulica) e quanto à resistência a formação da bioincrustação.
As membranas recobertas com soluções de PVA e própolis apresentaram
permeabilidade hidráulica relativamente baixa, em torno de 0,6 L/h.m
2
.bar, mas bom
resultado de rejeição salina, 98%. Quanto a resistência à formação de biofilme, a própolis
inserida na solução de cobrimento trouxe resultados promissores, indicando que quanto maior
sua concentração na camada de recobrimento, melhor a resistência da membrana às
bioincrustações.
vi
Abstract of Thesis presented to COPPE/UFRJ as a partial fulfillment of the requirements for
the degree of Doctor of Science (D.Sc.)
REVERSE OSMOSIS MEMBRANES RESISTANT TO ORGANIC MATTER
DEPOSITION AND BIOUFOULING
Ana Carolina Miranda Costa
June/2009
Advisors: Cristiano Piacsek Borges
Maria Elizabeth Ferreira Garcia.
Department: Chemical Engineering
Biofouling is one of the most serious fouling problems in reverse osmosis membranes,
reducing the process efficiency and increasing operational cost. The main challenge of this
process is to develop membranes with enhanced resistance to biofouling.
This work investigates an alternative to reduce biofouling modifying the surface of a
commercial reverse osmosis membrane inserting a thin layer of polyvinylalcohol, wich is a
hydrophilic and low fouling polymer. Besides, propolis was introduced in PVA solution to
give a biocide characteristic to it. The water permeate flux and NaCl rejection of the modified
membranes was evaluated and the anti-microbial properties were analyzed using Listeria
monocytogenes as standard microorganism.
Modified membranes presented a low hydraulic permeability, 0.6 L/h.m
2
.bar and the
saline rejection remained around 98%, a characteristic value of reverse osmosis membranes.
The anti-microbial property of the membrane coated with PVA and propolis was
demonstrated by a drastic decrease on cell viability of Listeria monocytogenes. It seems that
Propolis acted as an inhibitory agent for the adhesion of the microorganisms to the membrane
surfaces and subsequent biofilm development.
vii
ÍNDICE
1
1 INTRODUÇÃO............................................................................................................1
2
2 REVISÃODALITERATURA.......................................................................................5
2.1 Fundamentos da Osmose Inversa......................................................................5
2.2 A Polarização de Concentração.......................................................................12
2.3 Formação de Incrustações...............................................................................14
2.3.1 Incrustações por deposição.....................................................................14
2.3.2 Incrustações por precipitação.................................................................16
2.4 Bioincrustações ...............................................................................................17
2.4.1 Biofilmes..................................................................................................18
2.4.2 Consequências da Formação de Biofilmes nos PSM..............................23
2.4.3. Prevenção e Controle das Bioincrustações ............................................26
2.5 Fabricação de Membranas...............................................................................30
2.6 Modificação de Membranas............................................................................33
2.6.1. Polimerização na superfície: inserção de cadeias laterais ....................34
2.6.2 Tratamento com plasma..........................................................................40
2.6.3 Cobrimento de superfícies: imersão em soluções...................................42
2.7 A Própolis........................................................................................................46
2.7.1 Composição química da própolis............................................................47
2.7.2. Propriedades biológicas e farmacológicas da própolis .........................50
3 METODOLOGIAEXPERIMENTAL...........................................................................53
3.1 Preparo das soluções de PVA..........................................................................53
3.1.1 Reticulação do PVA com ácido maleico.................................................54
3.1.3 Preparo da solução de PVA com adição de própolis .............................54
3.2 Reação química entre a própolis e o PVA.......................................................55
3.3 Preparação de filmes densos ...........................................................................56
3.4. Caracterização da incorporação da própolis no PVA......................................56
3.4.1 Espectroscopia no Infravermelho (FTIR)...............................................56
3.4.2 Espectroscopia no UV-visível .................................................................57
3.4.3 Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN)..................57
3.4.4 Calorimetria Exploratória Diferencial (DSC)........................................57
3.4.5 Termogravimetria (TG)...........................................................................57
3.5 Modificação de Membranas de OI..................................................................58
3.5.1 Recobrimento com polímero hidrofílico .................................................58
viii
3.5.2 Recobrimento com solução contendo própolis .......................................58
3.6 Caracterização das Membranas de Osmose Inversa .......................................59
3.6.1 Propriedades de Transporte....................................................................59
3.6.2 Propriedades Morfológicas e Superficiais..............................................60
3.6.3 Adsorção de Matéria Orgânica...............................................................61
3.6.4 Deposição de Matéria Orgânica – Teste de Permeação ........................61
3.6.5 Formação do Biofilme.............................................................................62
3.6.5.1 Adesão e Crescimento do Biofilme......................................................62
3.6.5.2 Contagem de Células Viáveis Aderidas..............................................63
3.6.5.3 Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV)....................................64
3.6.5.4 Microscopia de Epifluorescência........................................................64
3.6.5.5 Teste de permeação – Longa duração ................................................65
4
4 RESULTADOSEDISCUSSÃO...................................................................................66
4.1 Estudo da incorporação da própolis no PVA ..................................................66
4.1.1 Espectroscopia de Infravermelho (FTIR) ...............................................67
4.1.2 Espectroscopia na região do UV-visível.................................................78
4.1.3 Espectroscopia por Ressonância Magnética Nuclear (RMN) do
13
C.....79
4.1.4 Análise Térmica por Calorimetria Exploratória Diferencial (DSC)......80
4.1.5 Análise da Estabilidade Térmica (TGA).................................................81
4.2 Modificação superficial de membranas de OI.......................................................82
4.2.1 Propriedades de Transporte e Rejeição Salina.......................................83
4.2.2 Propriedades Morfológicas e Superficiais..............................................88
4.2.3 Adsorção de Matéria Orgânica...............................................................90
4.2.3.1 Adsorção de Albumina de Soro Bovino...............................................90
4.2.3.2 Teste de Permeação ............................................................................92
4.2.4 Formação do Biofilme.............................................................................93
4.2.4.1 Quantificação: Contagem de Células Viáveis Aderidas.....................93
4.2.4.2 Microscopia eletrônica de varredura (MEV)......................................94
4.2.4.3 Microscopia de Epifluorescência........................................................95
4.2.4.4 Teste de permeação - Longa duração.................................................96
5 CONCLUSÕESESUGESTÕES ..................................................................................98
5.1 Conclusões ......................................................................................................98
5.2 Sugestões.......................................................................................................100
6 REFERÊNCIASBIBLIOGRÁFICAS .........................................................................101
ix
LISTADESIGLAS
AA – Ácido acrílico
AAG - Ácido 2-acrilamido glicólico
AC – Acetato de celulose
ATR – Refletância Total Atenuada
BFR – Taxa de formação de biofilme
BSA – Albumina de soro bovino
CCD - Cromatografia em camada delgada
CCDAE – Cromatografia em camada delgada de alta eficiência
CG - Cromatografia gasosa
CG – MS - Cromatografia gasosa acoplada ao espectrômetro de massa
CLAE - Cromatografia líquida de alta eficiência
CPMAS – Polarização Cruzada e rotação no ângulo mágico
DMSO – Dimetil-sulfóxido
DSC – Calorimetria Exploratória Diferencial
ED – Eletrodiálise
EP – Extrato de própolis
FR – Fouling resistant
FTIR – Espectroscopia no Infra-vermelho com Transformada de Fourier
GA – Glutaraldeído
HEMA - Metacrilato de 2-hidróxi-etila
MA – Ácido metacrilico
MEV – Microscopia eletrônica de varredura
MEV-EC – Microscopia eletrônica de emissão de campo
MF – Microfiltração
MFA – Microscopia de Força Atômica
NF – Nanofiltração
NVF - N-vinil-formamida
OI - Osmose Inversa
PA – Poliamida
PAM – Laboratório de Processos com Membranas
x
PEGMA - Poli(metacrilato de glicol etilênico)
PES – Poli (éter sulfona)
PET – Poli(tereftalato de etileno)
PSM - Processos de Separação por Membranas
PVA – Poli (álcool vinílico)
R – Rejeição
RMN – Ressonância Magnética Nuclear
SPE – Substância polimérica extracelular
SPM - Metacrilato de 3-sulfo-propila na forma de sal de potássio
T
g
– Temperatura de transição vítrea
TGA – Termogravimetria
UF – Ultrafiltração
UV – Ultravioleta
VTC – Variação de tempo de contato
1
1
1
INTRODUÇÃO
De acordo com a ONU, o cenário atual de escassez de água é bastante
assustador: mais de 1 bilhão de pessoas - cerca de 18% da população mundial - estão
sem acesso a uma quantidade mínima de água de boa qualidade para consumo. A
questão é que, mantidos os atuais padrões de consumo e de danos ao meio ambiente, o
quadro pode piorar muito e rapidamente: calcula-se que, em 2025, dois terços da
população global - 5,5 bilhões de pessoas - poderão ter dificuldade de acesso à água
potável; em 2050, já seria cerca de 75% da humanidade. Segundo a FAO, agência das
Nações Unidas para agricultura e alimentação, sediada em Roma, o consumo de água
dobrou em relação ao crescimento populacional no último século (WILLEY, 2009).
Para minimizar esses problemas vêm sendo utilizadas novas técnicas de tratamento e
recuperação dos recursos hídricos, onde se incluem os processos de separação com
membranas (PSM), que vêm ganhando espaço como técnica de separação viável e
segura. Dentre os PSM, a osmose inversa (OI) se destaca principalmente para o
tratamento de águas e reuso de efluentes líquidos. Sua principal aplicação no mercado
americano é na dessalinização de águas, como pode ser observado na Figura 1.1
(RAMOS, 2008).
22%
55%
9%
5%
3%
6%
alimentícia
dessalinização e tratamento de
água
farmacêutica
produção química
gás industrial
outros
Figura 1.1. Distribuição das aplicações dos PSM no mercado norte americano, estimado
em US$ 1,5 bilhões em 2001. Adaptado de: The Freedonia Group Inc., Membrane
Technology, ATKINSON, 2002.
2
As propriedades de transporte das membranas são de fundamental importância
para sua competitividade em uma determinada aplicação. Essas propriedades
compreendem o fluxo de permeado e a seletividade da membrana a um determinado
componente presente na solução de alimentação. Usualmente, durante o processo de
separação, como a osmose inversa, por exemplo, observa-se uma queda da
permeabilidade com o tempo, que pode ocorrer devido a mudanças na morfologia da
membrana pela pressão aplicada, à polarização de concentração ou à formação de
incrustações (HABERT et al., 2005).
A formação das incrustações aumenta os custos operacionais, pois gera uma
maior demanda de energia (pelo aumento da pressão de operação), diminui os intervalos
entre as limpezas químicas e reduz significativamente o tempo de vida útil das
membranas. A ocorrência de incrustações é, praticamente, inevitável, mas pode ser
minimizada pela escolha dos pré-tratamentos adequados, pelo correto dimensionamento
da planta e pela melhor seleção das condições de operação do sistema (SEIDEL e
ELIMELECH, 2002).
Como a redução do fluxo permeado por deposição de matéria orgânica é um
dos efeitos mais nocivos para o desempenho dos sistemas de osmose inversa, o
desenvolvimento de novas membranas, apresentando propriedades superficiais que as
tornem capazes de reduzir a evolução da camada de deposição é de grande relevância
para a tecnologia dos processos com membranas e, conseqüentemente, para o reuso de
água.
O desenvolvimento de novos materiais para as diversas aplicações em que as
membranas podem estar incluídas envolve um grande esforço e custo ainda elevado,
porém, muitas pesquisas têm sido impulsionadas pelo fato de reações simples de
modificação de polímeros conseguirem promover boas características de transporte às
membranas, além de reduzirem a formação das incrustações.
Os processos de modificação de uma membrana envolvem a adição de um
polímero na superfície (recobrimento) ou a reação de polimerização na superfície da
membrana, visando minimizar interações secundárias indesejadas (adsorção ou adesão)
3
ou introduzir interações adicionais (afinidade, propriedades catalíticas) para aumentar a
seletividade. O sucesso da funcionalização da superfície é a sinergia entre as
propriedades superficiais da membrana original com o novo polímero a ser introduzido.
Nos últimos 30 anos, alguns polímeros foram utilizados com sucesso na
fabricação de membranas. As membranas comerciais de celulose regenerada podem ser
consideradas como as primeiras a entrarem no mercado como membranas low fouling,
ou seja, com baixa tendência à formação de incrustações (ULBRICHT, 2006).
Atualmente, as membranas mais utilizadas nas unidades de OI, dentro e fora do país,
são membranas poliméricas compostas, formadas por uma pele densa de poliamida
(PA). O uso das poliamidas aromáticas tem vantagens em relação aos outros polímeros
devido às suas excelentes características de fluxo de permeado e rejeição salina
(RAMOS, 2008). Apesar disso, essas membranas apresentam baixa tolerância a agentes
oxidantes, como o cloro, o que inviabiliza o pré-tratamento, podendo trazer,
consequentemente, uma maior proliferação de microrganismos e o aumento da
formação de biofilmes em suas superfícies.
Sendo assim, a limitação causada na membrana pela formação de
bioincrustações em sua superfície pode ser destacada como a principal motivação deste
trabalho. Dentro deste contexto, o objetivo geral desta tese é investigar as condições
adequadas para o desenvolvimento de membranas com baixa tendência à formação de
bioincrustações, sem afetar em demasia suas propriedades de transporte. Os objetivos
específicos deste trabalho incluem: i) o desenvolvimento de técnicas de modificação de
membranas de osmose inversa a partir do recobrimento de suas superficies com
polímeros hidrofílicos; ii) a melhor compreensão dos fenômenos envolvidos na
formação das incrustações; iii) o estudo da incorporação de um agente antimicrobiano
na matriz do polímero de recobrimento.
Para o desenvolvimento desta tese foi selecionada uma membrana comercial,
com camada seletiva baseada em poliamida, para o estudo dos procedimentos de
modificação superficial. Esta membrana e as membranas modificadas foram submetidas
a testes de caracterização de suas propriedades físico-químicas e de transporte. Além
disso, elas foram investigadas quanto a sua eficácia na redução da formação de
bioincrustações. Os resultados obtidos se inserem nas pesquisas do Laboratório de
4
Processos com Membranas (PAM) voltadas ao desenvolvimento de membranas de
osmose inversa e possibilitam a geração de uma nova classe de membranas.
Um dos aspectos originais deste trabalho consiste na utilização de um agente
antibiótico natural (própolis) inserido na solução polimérica de cobrimento, de modo a
tornar a membrana mais resistente às bioincrustações.
Esta tese está dividida em cinco Capítulos: esse primeiro apresenta uma
introdução geral sobre o assunto a ser abordado. No Capítulo 2 foi realizado o
levantamento bibliográfico dos principais aspectos relacionados às membranas, os
materiais mais utilizados em sua fabricação e as principais rotas de modificação desses
materiais. A metodologia seguida para a realização dos testes experimentais é
apresentada no Capítulo 3, sendo os resultados apresentados e discutidos no Capítulo 4.
Por fim, as conclusões desta tese bem como as sugestões para trabalhos futuros estão
descritos no Capítulo 5.
5
2
2
REVISÃODALITERATURA
Neste capítulo são abordados os principais aspectos relacionados a esta tese de
doutorado, procurando resumir os fundamentos teóricos e os avanços registrados na literatura.
Neste sentido, será apresentado o estado da arte do processo de Osmose Inversa (OI), com suas
principais aplicações e situação atual no mercado mundial. Além disso, serão descritas as
principais limitações do processo de OI, como a polarização de concentração e as
incrustações.
Como o tema principal deste trabalho é a modificação de superfícies de membranas
para a redução da deposição de material orgânico e de microrganismos, será dada maior
ênfase nas bioincrustações e os seus principais efeitos adversos nas membranas e serão
descritos os principais métodos para pré-tratamento da corrente de alimentação de sistemas de
OI, utilizados com o objetivo de minimizar a formação dessas incrustações.
Também será apresentada uma discussão sobre os materiais comumente utilizados na
fabricação de membranas de OI, bem como um levantamento das principais pesquisas sobre
modificação desses materiais para a redução da camada de deposição de material orgânico e
de microrganismos.
Finalmente, será abordado o uso da própolis como bactericida que,
experimentalmente, será incorporada à solução polimérica de recobrimento para a
modificação da superfície das membranas, visando a redução da formação de biofilme.
2.1 Fundamentos da Osmose Inversa
As membranas podem ser definidas como barreiras seletivas ao transporte,
separando duas fases fluidas. Desta forma, nos processos de separação com membranas
(PSM), a corrente de alimentação é separada em duas: concentrado e permeado, como
representado esquematicamente na Figura 2.1.
6
Figura 2.1 Representação esquemática do fracionamento de uma solução
utilizando permeação seletiva através de uma membrana.
A separação utilizando membranas pode ocorrer por diferença na interação dos
permeantes com o material que forma a membrana (mecanismo de sorção-difusão) ou
por exclusão devido à diferença de tamanho entre as partículas ou moléculas. Na
primeira situação as membranas são consideradas densas, ou seja, o transporte dos
permeantes ocorre por processos difusivos através dos espaços intersticiais (volume
livre) do material que forma a membrana. Na segunda situação as membranas são
consideradas porosas e o transporte ocorre preferencialmente através dos poros,
predominando o mecanismo de transporte convectivo. Desta forma, a aplicação de
determinada membrana depende basicamente de sua morfologia e do material que a
constitui (MULDER, 1987).
Na Figura 2.2, os PSM que utilizam gradiente de pressão como força motriz
são classificados de acordo com o tamanho das partículas ou moléculas a serem
separadas. Quanto menor o tamanho destas espécies, menor o tamanho de poro da
membrana e, conseqüentemente, maior deve ser a diferença de pressão aplicada
(BORGES et al., 1997). No caso das membranas de osmose inversa, considera-se que a
separação ocorre através do mecanismo de sorção-difusão, ou seja, a membrana não
apresenta poros nem escoamento convectivo. Entretanto, o fluxo do solvente também é
proporcional ao gradiente de pressão, pois a pressão é o principal parâmetro que
influencia o seu potencial químico (HABERT et al., 2005).
7
Figura 2.2 Classificação dos Processos de Separação por Membranas.
A osmose inversa (OI) é um PSM empregado quando se deseja reter solutos de
baixa massa molar, tais como sais inorgânicos dissolvidos e pequenas moléculas
orgânicas (glicose, por exemplo). O nome “osmose inversa” se deve ao fato de que
neste tipo de processo o fluxo permeado ocorre no sentido contrário ao sentido do fluxo
osmótico normal (CARVALHO et al., 2001).
O fenômeno da osmose é observado quando duas soluções de concentrações
diferentes são separadas por uma membrana permeável ao solvente e praticamente
impermeável ao soluto.
O solvente permeia a membrana no sentido do meio mais
diluído para o meio mais concentrado até ser atingido o equilíbrio termodinâmico,
representado pela igualdade dos potenciais químicos (µ
i
) de cada componente em cada
fase. Nesta condição, a diferença de pressão hidráulica é equivalente à diferença de
concentração, mantendo-se um equilíbrio dinâmico para o transporte do solvente através
da membrana. Esse fenômeno está esquematizado nas Figura 2.3-a e 2.3.-b, onde uma
solução é inicialmente separada de seu solvente puro por uma membrana semi-
permeável (HABERT et al., 2005).
8
b) µ1 = µ2
Figura 2.3 O fenômeno osmótico e o processo de Osmose Inversa. a) Condição
inicial; b) Equilíbrio osmótico; c) Condição da Osmose Inversa.
No equilíbrio osmótico, o desnível atingido entre as colunas caracteriza a
pressão osmótica (π) da solução, na temperatura do teste. No caso de duas soluções de
concentrações diferentes, o desnível corresponderá à diferença de pressão osmótica das
soluções (HABERT et al., 2005).
A Osmose Inversa é provocada quando se aplica na solução com maior
concentração de solutos uma pressão de valor maior que o de sua pressão osmótica.
Neste caso, para se restabelecer o equilíbrio, o solvente difunde no sentido da solução
mais concentrada para a menos concentrada, que no exemplo da Figura 2.3-c é o
compartimento do solvente puro. Inverte-se assim o sentido do escoamento do solvente
que ocorreria na osmose, daí a denominação de Osmose Inversa (HABERT et al.,
2005).
A pressão de operação no processo de OI é elevada e, dependendo da solução a
ser processada, pode atingir valores em torno de 15 a 80 bar. No caso da água do mar,
9
por exemplo, a pressão osmótica está em torno de 25 bar e para produzir água potável,
usualmente, emprega-se pressões de operação que chegam a 40 bar (HABERT et al.,
2005).
A OI vem se tornando uma tecnologia com bastante aceitação no setor
industrial e de tratamento de água, cuja aplicação mais comum envolve simplesmente a
remoção de contaminantes indesejáveis. Na Tabela 2.1 são apresentadas diversas
aplicações atuais e algumas em potencial dos processos de Osmose Inversa (OI) e
Nanofiltração (NF). Seu principal campo de aplicação é a dessalinização de águas
salobras e marinhas, para uso em navios, plataformas de extração de petróleo, em poços
artesianos nas regiões áridas, etc. Este processo é também aplicado em larga escala na
produção de água ultrapura nas indústrias eletrônicas, nos hospitais, indústrias
farmacêuticas, etc (CARVALHO, 2003).
Tabela 2.1 Principais aplicações da Osmose Inversa e da Nanofiltração
Atividade Aplicação
Produção de água
Dessalinização de água do mar e água salobra, desmineralização de
água para caldeira, água ultrapura, pré-tratamento de água
industrial, etc.
Indústria de alimentos
Concentração e clarificação de sucos de frutas, recuperação de
aromas, fragrâncias, pectinas e proteínas, concentração de leite e
soro de queijo recuperação de produtos e insumos, etc.
Indústria farmacêutica e médica
de uso laboratorial
Recuperação de produtos da fermentação, estudos bioquímicos e
genéticos, fabricação de medicamentos, análises químicas,
preparação de meios para cultivo de tecidos, produção de água pura
esterilizada, biorreator a membrana, etc.
Indústria de bioprodutos
Separação, concentração e produção de aminoácidos, recuperação
de enzimas, produção de antibióticos, etc.
Tratamento de efluentes oleosos
Tratamento de águas residuais: da indústria petroquímica, do
processamento de petróleo, do processamento de gorduras vegetais
e animais emulsificadas, etc.
Indústria do açúcar
Pré-concentração do caldo de cana limpo e descoloração do açúcar.
Indústria automobilística
Reuso de água e recuperação de produtos químicos.
Tratamento de esgoto
Desnitrificação, desfosforização e dessalinização de esgotos para
recuperação e reciclo.
Indústria de couro
Tratamento de efluentes aquosos.
Indústria de papel e celulose
Recuperação de lignina.
Indústria eletrônica
Produção de água ultrapura para a fabricação de condutores e para
lavagem de microcircuitos.
Indústria nuclear
Despejo de águas radiativas.
*CARVALHO, 2003.
10
Na dessalinização de água o processo de OI, juntamente com o processo de
evaporação (“Flash”), é o mais utilizado, ficando uma pequena parcela do mercado para
o processo de eletrodiálise (ED), conforme mostrado na Tabela 2.2.
Tabela 2.2 Processos de dessalinização mais utilizados.
País Capacidade
(m
3
/dia)
Produção
mundial (%)
“Flash”
(%)
OI
(%)
ED
(%)
Arábia Saudita 5.253.200 25,9 65,7 31 1,9
Estados Unidos 3.092.500 15,2 1,7 78 11,4
Emirados Árabes 2.164.500 10,7 89,8 6,5 0,2
Kuwait 1.538.400 7,6 95,5 3,4 0,3
Japão 745.300 3,7 4,7 86,4 6,8
Líbia 683.300 3,4 67,7 19,6 9,8
Quatar 566.900 2,8 94,4 0,0 0,0
Espanha 529.900 2,6 10,6 68,9 10,9
Itália 518.700 2,6 43,2 20,4 19,2
Bahrain 309.200 1,5 52,0 41,7 4,5
Oman 192.000 0,9 84,1 11,7 0,0
TOTAL 15.594.500 76,9 54,8 36,1 4,8
*MILER, 2003.
Segundo relatório do BCC Research (HANFT, 2008), o mercado mundial de
plantas de dessalinização aumentou 1,9 bilhões em 2007 e deve atingir a marca de 3,6
bilhões até 2012, com um crescimento anual de 13,4%, O gráfico da Figura 2.4 mostra a
projeção do mercado mundial de plantas de dessalinização até 2012.
Figura 2.4. Previsão do mercado mundial de plantas de dessalinização desde 2000
até 2012.
11
As membranas de OI podem ser avaliadas em termos de rejeição, fluxo
permeado e recuperação. A caracterização das membranas quanto ao fluxo permeado é
dada através da seguinte relação (MULDER, 1987):
)(
π
∆
−
∆
=
pLJ
p
(2.1)
Onde, J é o fluxo permeado, Lp é a permeabilidade hidráulica, ∆p é a diferença
de pressão entre os dois lados da membrana e ∆π é a diferença de pressão osmótica
entre os dois lados da membrana.
A capacidade seletiva das membranas de OI pode ser avaliada através da
rejeição ao soluto R(%), dada por:
(
)
100(%)
0
x
C
CC
R
o
p
⎥
⎦
⎤
⎢
⎣
⎡
−
=
(2.2)
Onde, C
o e Cp representam a concentração do soluto na alimentação e no
permeado, respectivamente (MULDER, 1987).
A recuperação é definida como a razão entre as vazões de permeado e da
alimentação, expressa em termos de porcentagem (Equação 2.3). Ela é utilizada para
descrever a eficiência de operação de um sistema e está relacionada ao potencial de
formação de incrustações (MULDER, 1987)
100(%)Re x
Q
Q
cuperação
A
P
=
(2.3)
Onde Q
P
é a vazão de permeado e Q
A
é a vazão da alimentação.
Quanto mais alta a recuperação, mais alta será a concentração dos solutos
rejeitados pela membrana na corrente do concentrado, aumentando o potencial para a
formação de incrustações. Quando não se pode modificar a solubilidade dos sais,
através do uso de anti-incrustantes ou pela adição de ácidos, haverá um limite de
recuperação para a planta de OI. As pequenas unidades de OI trabalham com uma
recuperação de 30% ou ainda menor. As plantas mais modernas usadas para
12
dessalinização de água do mar têm sido projetadas para trabalharem com uma
recuperação mais alta que 50%, enquanto as utilizadas para água salobra podem operar
com valores de recuperação na faixa de 50 – 80% (BYRNE, 2002).
A permeação seletiva da água pela membrana leva a um aumento da
concentração dos solutos rejeitados próximo a sua superfície, sendo gerado um
gradiente de concentração, que atua para que haja a difusão desses solutos de volta para
o seio da alimentação. Esse fenômeno é chamado de polarização de concentração.
2.2 A Polarização de Concentração
A polarização de concentração é um fenômeno inerente a todo PSM. Toda vez
que os componentes de uma solução permeiam seletivamente através de uma
membrana, ocorre um aumento da concentração do soluto com menor permeabilidade
na interface membrana/solução. Na condição de regime estabelecido, o arraste por
convecção dos solutos em direção a superfície da membrana é igual ao fluxo difusivo
destes para o seio da solução (MULDER, 1987). Este fenômeno é ilustrado
esquematicamente na Figura 2.5.
Figura 2.5. O fenômeno da polarização de concentração.
13
Os possíveis efeitos negativos da polarização por concentração são (MULDER,
1987):
decréscimo do fluxo de permeado devido ao aumento da pressão
osmótica na superfície da membrana;
aumento da passagem de soluto através da membrana;
precipitação de soluto se a concentração exceder o limite de solubilidade
do sal;
favorecimento de incrustações por deposição.
Embora a polarização de concentração seja reversível, a sua ocorrência pode
dar origem a outros tipos de fenômenos que prejudicam irremediavelmente o
desempenho da membrana, como incrustações por deposição, incrustações por
precipitação e bioincrustações (HABERT et al., 2005), os quais serão comentados mais
adiante.
Em um sistema de OI é comum observar uma queda contínua no fluxo de
permeado, indicando que outros fenômenos além da polarização de concentração,
devem estar presentes. Em alguns casos, o fluxo de permeado fica tão reduzido que
inviabiliza a operação. A variação continuada do fluxo permeado com o tempo é
atribuída a possíveis alterações na membrana, provocada pelas espécies presentes na
solução processada. Essas alterações, em geral, são relacionadas à formação de
incrustações na superfície da membrana (fouling). A Figura 2.6 ilustra a redução do
fluxo de permeado provocado pela polarização de concentração e pela formação de
incrustações na membrana (MULDER, 1987).
14
Figura 2.6. Queda no fluxo permeado causada pela polarização de concentração e
pela formação de incrustações.
2.3 Formação de Incrustações
Os principais problemas operacionais dos PSM são causados por vários tipos
de incrustações, que incluem: incrustações por deposição, incrustações por precipitação
e bioincrustações. A formação das incrustações aumenta os custos operacionais, pois
gera uma maior demanda de energia (pelo aumento da pressão de operação), diminui os
intervalos entre as limpezas químicas e reduz significativamente o tempo de vida útil
das membranas (SEIDEL e ELIMELECH, 2002).
2.3.1 Incrustações por deposição
A deposição de sólidos suspensos, tais como: colóides, moléculas orgânicas,
produtos de corrosão, hidróxido de ferro, algas e materiais particulados finos, pode
ocorrer gradativamente na superfície da membrana. Estes materiais podem ainda causar
entupimento do canal de alimentação dos módulos de membranas. Alguns tipos de
depósitos são extremamente difíceis de remover, podendo levar a incrustações
irreversíveis, conduzindo à perda do desempenho do sistema de OI pela diminuição do
fluxo e da rejeição (HABERT et al., 2005).
fouling
15
Os colóides representam uma categoria bem ampla de compostos como óxidos
metálicos, sabões, detergentes, proteínas, matéria orgânica, silicatos e argila.
Normalmente, na faixa de pH das águas naturais, estas substâncias possuem carga
superficial negativa, enquanto que os íons solúveis com carga positiva encontram-se
dispersos em torno das partículas coloidais (ZHU e ELIMELECH, 1997). O aumento da
concentração de partículas coloidais leva à compressão da camada iônica e à
coalescência das partículas (coagulação). Este efeito é intensificado na superfície da
membrana pelo efeito de polarização de concentração, especialmente em altas pressões
de operação, que são características dos processos de OI e, normalmente, estão
associadas a elevados fluxos permeados de solvente. O resultado deste efeito é a
formação de uma camada gelificada sobre a superfície da membrana, que é difícil de ser
removida (HABERT et al., 2005).
A técnica mais utilizada para o pré-tratamento visando à remoção dos colóides
é coagulação/floculação seguida de uma filtração convencional. Os coagulantes típicos
são sulfato de alumínio [Al
2
(SO
4
)
3
], cloreto férrico (FeCl
3
) e materiais poliméricos ou
polieletrólitos (BHATTACHARYYA e WILLIAMS, 1992). Como a adição desses
produtos pode acabar causando incrustações nas membranas, também são utilizadas
membranas de microfiltração e ultrafiltração para a retenção quase completa de
partículas em suspensão, além de material celular e microrganismos (HABERT et al.,
2005).
Materiais orgânicos como os ácidos fúlvico e húmico podem interagir com as
membranas de diversas maneiras. O mecanismo de interação depende das características
da molécula orgânica e da sua afinidade com o material da membrana. Os compostos
orgânicos adsorvidos ou depositados na superfície da membrana modificam suas
características superficiais, tais como hidrofobicidade e carga, conduzindo a variações
no fluxo. Além disso, podem atuar como nutrientes para microrganismos e, portanto,
facilitar o aparecimento de bioincrustações (JARUSUTTHIRAK et al., 2002).
A incrustação causada pelas substâncias orgânicas conduz ao declínio do fluxo
devido aos seguintes fatores: adsorção na superfície e no poro da membrana, formação
de uma camada de gel, deposição e formação da torta por colóides orgânicos e
entupimento ou bloqueio dos poros por moléculas com diâmetro menor ou igual aos
16
poros superficiais da membrana. As incrustações orgânicas podem ser severas e
persistentes. Os mecanismos que governam a adsorção não são totalmente
compreendidos. Alguns autores sugerem a predominância de interações ácido-base e a
formação de pontes de hidrogênio entre a matéria orgânica e a membrana. Quanto mais
forte é a adsorção do composto pela membrana, maior é a queda do fluxo (HABERT et
al., 2005).
Os métodos mais utilizados para a remoção de compostos orgânicos incluem
pré-tratamento por coagulação e filtração, adsorção por carbono, oxidação química,
ultrafiltração ou microfiltração (BHATTACHARYYA e WILLIAMS, 1992).
2.3.2 Incrustações por precipitação
A incrustação por precipitação decorre da precipitação de compostos solúveis
presentes na alimentação, quando estes atingem o limite de solubilidade. Como o
permeado consiste de água com baixa concentração de sal, a concentração de íons na
alimentação aumenta. Devido à polarização de concentração, este efeito se intensifica
próximo à superfície da membrana, podendo atingir o limite de solubilidade dos sais e
ocorrer a precipitação. Os sais mais comuns de precipitar, em ordem de importância
são: carbonato de cálcio, sulfato de cálcio, complexos de sílica, sulfato de bário, sulfato
de estrôncio e fosfato de cálcio (VROUWENVELDER et al., 2003).
Além dos sais, a sílica, um dos materiais mais abundantes na superfície
terrestre, também pode precipitar na superfície da membrana. A presença de sílica na
água é devido à dissolução da sílica baseada na seguinte reação:
SiO
2
+ 2 H
2
O → Si(OH)
4
A solubilidade da sílica é fortemente afetada pela temperatura, pH e presença
de sais. A 25°C e pH neutro, a solubilidade da sílica está em torno de 96 mg/L. Em
concentrações maiores que 96 mg/L é possível que a sílica comece a precipitar, porém
sua cristalização é lenta e o baixo tempo de residência da solução de alimentação no
sistema de OI permite exceder ligeiramente este limite. Muitos sistemas de OI podem
17
operar com segurança com concentrações de sílica de até 140 mg/L na corrente do
concentrado, sem que haja precipitação. Quando o pH da água é menor que 8, o ácido
silícico (H
4
SiO
4
) se dissocia no ânion silicato (SiO
3
2-
), aumentando a solubilidade da
sílica. Porém, na presença de cátions multivalentes em altas concentrações, formam-se
silicatos insolúveis, que depositam na superfície da membrana. Em pH maior que 8, a
solubilidade também aumenta, mas a presença de ferro ou alumínio irá provocar a
precipitação dos silicatos (BYRNE, 2002).
A sílica e os silicatos são difíceis de remover. Soluções de bifluoreto de
amônio, embora considerados muito perigosos, podem ser eficientes quando a
incrustação não for severa (BYRNE, 2002).
A Figura 2.7 mostra a superfície de uma membrana comercial de poliamida
com incrustação por precipitação.
Figura 2.7. Fotomicrografia da superfície de uma membrana comercial (ESPA,
Hydranautics) após sofrer incrustação por precipitação (GABELICH et al., 2002).
2.4 Bioincrustações
Segundo BAKER e DUDLEY (1998), as bioincrustações ocorrem devido ao
acúmulo de material orgânico na superfície da membrana, incluindo fragmentos
celulares, substância polimérica extracelular (SPE) e microrganismos, que resulta na
formação de biofilmes.
18
Os biofilmes podem ser benéficos em várias áreas: nas estações de tratamento
de águas ou efluentes, quando se removem organismos patogênicos e reduz-se a
quantidade de matéria orgânica; na produção de vinagre e de ácido cítrico; em
aplicações farmacêuticas, através da produção de metabólitos secundários (OKITA e
KIRWAN, 1986); e em processos biológicos para a extração de metais a partir de
minério (RAWLINGS, 2002).
Em contrapartida, o crescimento não desejado dos biofilmes tem um impacto
negativo em diversas atividades e representam perdas significativas para as indústrias
(XAVIER et al., 2005). Biofilmes formados no interior de tubulações podem reduzir a
vazão. Outras conseqüências negativas do aumento das bioincrustações são: queda da
transferência de calor, contaminação do produto, corrosão dos tubos, etc. Nas indústrias
de alimentos, os biofilmes podem resultar na contaminação total dos equipamentos e
conseqüentemente dos alimentos, colocando em risco a segurança alimentar,
principalmente se essa contaminação ocorrer após uma etapa de
pasteurização/esterilização do produto (HOOD e ZOTTOLA, 1995, POULSEN, 1999,
DJORDJEVIC et al., 2002, MAUKONEN et al., 2003). No caso dos processos de OI e
NF a formação de biofilme aumenta a resistência ao transporte, reduzindo o fluxo
permeado ou levando a necessidade de maior consumo de energia pelo aumento da
pressão de operação (HABERT et al., 2005).
Para a melhor compreensão dos efeitos das bioincrustações é importante
entender os processos naturais de formação e desenvolvimento de biofilme.
2.4.1 Biofilmes
Biofilmes são sistemas muito complexos que consistem de células microbianas
e colônias introduzidas em um gel de um polissacarídeo cuja estrutura e composição são
função da idade do biofilme e das condições ambientais (CAMMAROTA, 1998). Os
biofilmes contêm partículas de proteínas, lipídeos, fosfolipídeos, carboidratos, sais
minerais, vitaminas, entre outros, formando uma crosta onde os microrganismos de uma
ou mais espécies se desenvolvem. Eles podem ser formados por vários tipos de
organismos, incluindo os patogênicos (NIVENS et al., 1995).
19
Existem divergências entre os pesquisadores sobre a divisão dos
microrganismos em grupos formadores e não formadores de biofilmes, pois o termo
biofilme se refere à interação dinâmica entre as populações bacterianas compostas por
uma ou mais espécies, caracterizadas por heterogeneidades temporais
(desenvolvimento), espaciais (organização espacial), funcionais (variação na atividade
metabólica), estrutura hierárquica e estágios evolucionários bem definidos. Deve-se
entender bem o papel da superfície no crescimento da população bacteriana e se existe
comunicação célula a célula dentro da população (KALMOKOFF et al., 2001,
TAKHISTOV e GEORGE, 2004).
Há 50 anos, Claude Zobell investigou o crescimento de algumas bactérias
marinhas em superfícies, confirmado mais tarde por outros pesquisadores, que
observaram o crescimento de diversos ecossistemas microbianos (STOODLEY et al.,
2002). As bactérias crescem e se reproduzem ao longo da superfície, formando o
biofilme. Conforme o biofilme vai crescendo, as bactérias vão morrendo e servindo de
alimento para outras bactérias (BYRNE, 2002). Nas águas industriais ou naturais, o
biofilme pode ser formado mesmo em locais onde há baixa concentração de nutrientes.
Existem várias teorias sobre a formação dos biofilmes, sendo os mecanismos
mais usualmente aceitos, aqueles que ocorrem em processos de duas ou três fases. No
modelo de duas fases, a primeira fase é um processo reversível que envolve a
aproximação da bactéria à superfície e sua adsorção. Esse processo de adesão do
microrganismo ocorre mediado principalmente por forças de Van der Walls e atrações
eletrostáticas. A segunda fase é tempo-dependente e só ocorre após o processo inicial de
adesão superficial. Nesta fase ocorre interação física da célula com a superfície que
ancora a bactéria. (HOOD e ZOTTOLA, 1995, LINDSAY e HOLY, 1997,
KALMOKOFF et al., 2001, TAKHISTOV e GEORGE, 2004).
No modelo de três fases o processo é observado em termos de distância da
bactéria em relação à superfície. Em distâncias maiores que 50nm, somente forças de
longo alcance operam e a ligação é reversível. Conforme a distância de separação se
aproxima de 20nm, tanto forças de longo alcance (força de Van der Waals e
eletrostática) quanto interações de curto alcance (ligação química e interações
20
hidrofóbicas) estão operando. Esta fase pode ser reversível, mas com o tempo se torna
irreversível. A terceira fase ocorre em distâncias menores que 15nm onde forças
adicionais entram em ação como a produção de polímeros adesivos que levam à fixação
irreversível (HOOD e ZOTTOLA, 1995).
Segundo BRUINSMA et al. (2001) o processo de formação do biofilme é
iniciado pela adsorção de microrganismos à superfície da membrana, que passa a ser
uma superfície condicionada. O pré-tratamento ou condicionamento de superfícies pode
ter efeito inibitório ou estimulante na adesão dos microrganismos (HOOD e ZOTTOLA,
1995). O segundo estágio na formação do biofilme é o transporte de células que pode
ser intensificado pelo efeito de polarização de concentração nos processos de OI e NF.
Uma bactéria pode estar sujeita ao arraste convectivo, promovido pela permeação da
água através da membrana e alcançar a sua superfície. A espessura da camada limite
hidrodinâmica depende do fluxo de permeado, da viscosidade do fluido e da rugosidade
da superfície da membrana (GHAYENI et al., 1998).
Em resumo, a formação do biofilme é iniciada pela adesão de microrganismos
à superfície da membrana, que passa a ser uma superfície condicionada. Durante o
processo de adesão, as células começam a crescer pela conversão de matéria orgânica e
outros nutrientes, liberando materiais extracelulares, denominados SPE e gerando, por
fim, o biofilme (BRUINSMA, 2001).
A SPE é uma mistura de polissacarídeos, proteínas, ácidos nucléicos, lipídeos e
outros compostos poliméricos que são encontrados entre as células. É a principal
responsável pela estrutura e integridade funcional dos agregados, pois sua matriz possui
estabilidade mecânica, podendo absorver nutrientes e funcionando como barreira
protetora contra biocidas e agentes químicos (POULSEN, 1999). A matriz SPE
possibilita as ligações célula a célula e as ligações de células individuais às superfícies,
além de ser hidratada e servir como reserva de nutrientes (LINDSAY e HOLY, 1997;
JENKINSON e LAPPIN-SCOTT, 2001; TAKHISTOV e GEORGE, 2004).
Enquanto o termo biofilme se refere a um microambiente complexo, existem
vários outros termos que se referem à adesão das bactérias às superfícies. Quando
células planctônicas se associam a uma superfície, o termo usual é aderência. Os termos
21
adsorção e absorção também são usados para descrever o evento inicial da célula
bacteriana ao associar-se a uma superfície, a qual é referida também como substrato. A
aderência é baseada em forças físico-químicas atrativas entre o microrganismo e o
substrato. Quando o microrganismo se torna firmemente ancorado, geralmente com a
ajuda de material extracelular, o termo fixação pode ser aplicado (HOOD e ZOTTOLA,
1995).
A adesão é um processo físico-químico controlado inicialmente por forças
atrativas e repulsivas, que termina quando são formadas fortes ligações entre a célula
aderida e a superfície da membrana (BOS et al., 1999). A adesão da célula bacteriana a
uma superfície condicionada é considerada um evento aleatório. As células aderem,
reproduzem e acumulam-se produzindo uma película, na qual pode ocorrer o acúmulo
de células. Essa película também providencia um meio de estabilizar comunidades que
estão continuamente sujeitas às forças de cisalhamento (JENKINSON e LAPPIN-
SCOTT, 2001).
O processo de adesão pode gerar o crescimento microbiano e formação de
biofilme e pode ser iniciado com uma única célula bacteriana, podendo ser afetado por
uma série de fatores, como a espécie do microrganismo, as condições de crescimento e a
produção de substância polimérica extracelular. (LINDSAY e HOLY, 1997; PARRIZI
et al., 2004; TAKHISTOV e GEORGE, 2004).
Existem outros princípios gerais que foram referidos como aplicáveis à adesão
bacteriana, como os de superfícies livres de energia. A premissa dessa teoria é que a
adesão vai ocorrer se isso resultar em um decréscimo da energia livre do sistema
(HOOD e ZOTTOLA, 1995). Interações hidrofóbicas foram sugeridas como
responsáveis por uma ampla gama de fenômenos de aderência. Existe evidência para
sugerir que a hidrofobicidade pode estar relacionada a estruturas protéicas na superfície
da célula, podendo este ser um dos fatores envolvidos na aderência inicial dos
microrganismos. (HOOD e ZOTTOLA, 1995, DJORDJEVIC et al., 2002).
Nos anos 80, os biofilmes eram representados por uma estrutura simplificada
plana de espessura constante. Os avanços das técnicas de microscopia, das análises
físico-químicas e da biologia molecular revelaram uma estrutura tridimensional
22
complexa (MATTILA-SANDHOLM e WIRTANEN, 1992). Um dos modelos recentes
representa a estrutura sob a forma de cogumelos. Entre os caules dos cogumelos se
formam canais que permitem a circulação de líquido e a transferência de oxigênio
(CERQUEIRA, 2005).
A estrutura básica de um biofilme, mostrada na Figura 2.8, foi obtida através
de imagens de computador, onde o biofilme foi formado por culturas puras de diversas
bactérias. Essa microcolônia possui uma arquitetura que inclui canais hidratados, os
quais possuem a função de levar nutrientes para o interior da complexa comunidade
(STOODLEY et al., 2002).
Figura 2.8 Desenvolvimento do biofilme. Estágio 1: adesão inicial das células à
superfície. Estágio 2: produção dos SPEs, resultando na adesão irreversível.
Estágio 3: desenvolvimento da arquitetura do biofilme. Estágio 4: maturação da
arquitetura do biofilme. Estágio 5: dispersão das células no biofilme. (SAUER,
2003)
Nos biofilmes, os microrganismos são mais resistentes à ação de agentes
químicos e físicos do que as células de vida livre (CHAE e SCHRAFT, 2000;
MEYLHEUC et al, 2006). Esta resistência das células do biofilme às influências
externas como antibióticos, defesas do hospedeiro, anti-sépticos e forças de
cisalhamento, é uma preocupação constante nas indústrias e na medicina (JENKINSON
e LAPPIN-SCOTT, 2001).
Para justificar a maior resistência dos microrganismos presentes nos biofilmes,
são aceitos os seguintes fatores: a capacidade das substâncias poliméricas extracelulares
23
impedirem o contato do agente com os microrganismos, funcionando como um filtro; o
fato de que os microrganismos apresentam um estado metabólico diferenciado
(metabolismo mais lento) e a capacidade de modificar o agente (principalmente em
biofilmes com mais de uma espécie). Logo, a SPE não providencia necessariamente
uma barreira de difusão contra compostos inibitórios (antimicrobianos), mas as
bactérias do biofilme podem ser inerentemente mais resistentes. Em biofilmes com
várias espécies, as espécies podem se beneficiar entre si através da troca de substrato
e/ou remoção mútua de metabólitos (JENKINSON e LAPPIN-SCOTT, 2001;
MAUKONEN et al., 2003).
Ainda pouco se sabe sobre a ecologia fisiológica e a genética das incrustações
causadas pelos microrganismos, ou sobre os mecanismos de adesão das bactérias nas
superfícies das membranas. A cinética de crescimento dos microrganismos e sua relação
com a disponibilidade de nutrientes presentes no meio ainda está pouco estudada. Sem
essas informações, não será possível estabelecer estratégias de controle adequadas sobre
as bioincrustações; por isso, são necessárias pesquisas mais aprofundadas para o melhor
entendimento dos mecanismos de adesão microbiana e para definir o papel dos
nutrientes no crescimento dos biofilmes.
2.4.2 Consequências da Formação de Biofilmes nos PSM
A formação dos biofilmes pode acarretar em diversas conseqüências nos PSM
e em outros processos, e por isso, grupos de especialistas de diversas áreas
(microbiologistas, engenheiros, ecologistas, químicos) mostram interesse especial na
formação e crescimento dos biofilmes. Estima-se que, apenas nos EUA, as
bioincrustações custem mais de dez milhões de dólares anualmente, devido à perda de
produtividade, à necessidade do uso de um pré-tratamento, ao aumento de custos com
manutenção, ao aumento do consumo de energia e à diminuição do tempo de vida útil
da membrana (BYRNE, 2002).
Mesmo após décadas de desenvolvimento e operação de sistemas industriais
com membranas, as bioincrustações ainda permanecem como a principal razão para o
declínio do fluxo de permeado (HABERT et al., 2005).
24
Nos PSM, a formação de bioincrustações aumenta a resistência ao transporte e
reduz o fluxo permeado e a rejeição; o biofilme se torna uma segunda membrana que
participa do processo de separação. No biofilme, a transferência de massa por difusão
prevalece sobre a convecção, levando ao aumento da polarização de concentração
próximo à superfície da membrana e, conseqüentemente, a problemas com incrustações
(FLEMMING, 1997).
A Figura 2.9 mostra a fotomicrografia da superfície de uma membrana de NF
ilustrando a bioincrustação. O experimento foi conduzido com uma concentração inicial
de uma espécie de Flavobacteria de 10
5
UFC/mL. A análise foi realizada após 16 dias
de filtração utilizando-se um efluente sintético baseado em glicose (IVNITSKY et al.,
2005).
(a) b)
Figura 2.9. Fotomicrografia de uma membrana de NF após 16 dias de
operação. (a) microrganismos e SPE. (b) biofilme desenvolvido.
A formação de biofilmes pode trazer efeitos adversos para os sistemas de OI
(FLEMMING, 1997; AL-AHMAD et al., 2000):
Aumento da resistência da membrana devido à presença do biofilme, o
que causa o decréscimo da produção de permeado, aumento do consumo de energia e
aumento da diferença de pressão.
25
Formação de uma camada gel entre a membrana e a fase aquosa.
Queda do fluxo: devido à formação de um filme de baixa permeabilidade
na superfície da membrana.
Aumento da perda de carga nos módulos de permeação e aumento da
pressão de alimentação. Podem ocorrer danos no módulo se a pressão de
operação e a perda de carga por módulo exceder às recomendações do
fabricante.
Biodegradação da membrana: os microrganismos podem produzir sub-
produtos ácidos que irão se concentrar na superfície da membrana e causar
degradação.
Queda da rejeição: pela redução dos efeitos convectivos, o biofilme
aumenta o acúmulo de íons dissolvidos na superfície da membrana,
aumentando, com isso, a polarização de concentração. Conseqüentemente,
há o aumento da passagem de sais através da membrana, reduzindo a
qualidade do permeado.
Aumento dos gastos energéticos: está relacionado ao aumento de pressão
necessário para vencer a resistência do biofilme e a queda do fluxo.
Dentre 70 plantas de osmose inversa instaladas nos EUA, 58 apresentaram
problemas de bioincrustações. Apenas no Sudoeste da Ásia e no norte da África, cerca
de 70% das plantas de OI para dessalinização de água sofrem com problemas de
incrustações (VROUWENVELDER et al., 2008).
Alguns pesquisadores documentaram estudos de caso, mostrando as principais
características químicas, físicas e microbiológicas das incrustações encontradas em
plantas que operam com membranas. Podem ser encontrados nesses estudos dados sobre
análises microbiológicas, programações de limpeza, manutenções periódicas e pré-
26
tratamentos utilizados para minimizar os efeitos das incrustações nas membranas
(BAKER e DUDLEY, 1998; ALEEM et al., 1998).
Os resultados combinados dos efeitos adversos contribuem para reduzir o
tempo de vida útil das membranas e aumentar os gastos com procedimentos de operação
e manutenção da planta, pois poderão ser necessários pré-tratamentos com custos mais
elevados (por exemplo, dosagem periódica de biocida, filtração multimeio, etc.) para
combater mais efetivamente a formação das bioincrustações (BYRNE, 2002).
2.4.3. Prevenção e Controle das Bioincrustações
Para que possa ser prevenido e controlado, o potencial para ocorrência da
bioincrustação deve ser sempre antecipado. A identificação detalhada do problema – o
biofilme – é necessária para permitir que a decisão mais eficiente seja tomada. Nesse
caso, é razoável adotar o seguinte procedimento: identificação da causa e localização do
problema; sanitização (a limpeza é ainda mais importante que simplesmente matar os
microrganismos) e prevenção (FLEMMING, 2002).
Nas plantas de OI e NF, o biofilme pode crescer em todas as superfícies do
sistema, incluindo as membranas, paredes dos tubos, filtros cartuchos, válvulas, o-rings.
A prevenção e o controle da formação de bioincrustações podem ser feitos através da
redução da concentração dos microrganismos presentes na corrente de alimentação e/ou
redução da concentração dos seus nutrientes, por meio do pré-tratamento, ou ainda
através de um programa de limpeza das membranas. Para tanto, os diagnósticos que
comprovam a presença do biofilme podem ser obtidos através das autópsias dos
módulos (FLEMMING, 2002).
A autópsia poderá ser uma ferramenta de grande importância, pois se tornou
uma das técnicas mais eficazes no auxílio da avaliação de uma superfície incrustada. As
melhores análises por autópsia devem incluir monitoramento in situ (KHEDR, 2003;
AL-AMOUDI e FAROOQUE, 2005; PONTIÉ et al., 2005; SHON et al., 2009).
O primeiro passo da autópsia é a seleção apropriada dos elementos nos quais
ela será realizada, preservando a composição da biomassa original
27
(VROUWENVELDER et al., 2001). Instruções específicas de como as membranas
devem ser estocadas e guardadas podem ser obtidas com os fabricantes. A autópsia deve
incluir: inspeção visual após a retirada do elemento de dentro do módulo (análise e
interpretação macroscópica); abertura do elemento; nova inspeção visual, agora na parte
interna do elemento; amostragem e análises (contagens microbianas; composição geral
da camada de incrustação; análises por microscopia eletrônica de varredura, raios-X por
energia dispersiva, microscopia de força atômica, potencial zeta, ângulo de contato,
microscopia de infravermelho). Além disso, devem ser analisados parâmetros físico-
químicos da qualidade da corrente de alimentação (incluindo quantidade de carbono
orgânico total - COT, pH, temperatura), quantidade de carbono orgânico assimilável
para estimar o potencial de crescimento de biofilme na corrente de alimentação.
(HABERT et al., 2005; SHON et al., 2004, 2009).
Uma vez que as características da alimentação são conhecidas, a escolha do
pré-tratamento mais adequado irá proteger a membrana contra a perda da sua
integridade física, bem como do seu desempenho no processo de separação. O controle
da formação de incrustações é feito, na maioria das vezes, através de uma etapa de
filtração, microfiltração (MF) ou ultrafiltração (UF) antes de o efluente ser alimentado
no módulo de OI (PEREIRA et al., 2002).
Diversas pesquisas sobre pré-tratamento de sistemas de OI são encontradas na
literatura. As operações incluem dosagem de ácido para controle do pH, etapas de
coagulação/floculação, filtração com carvão ativado, filtração com areia, cloração,
adição de biocidas e anti-incrustantes e microfiltração/ultrafiltração (ALEEM et al.,
1998; MUKHOPADHYAY, 1999; VIAL et al., 2003; BONNELYE et al., 2004;
PEARCE et al., 2004; SCHNEIDER et al., 2005).
Procedimentos de limpeza apropriados são vitais para manter a eficiência das
membranas de OI. Normalmente, a necessidade de uma limpeza é indicada pela redução
da qualidade do permeado. Uma modificação de 10-15% nos seguintes parâmetros
também pode ser um indicativo: redução no fluxo de permeado, redução na rejeição
salina, aumento na perda de carga, aumento da pressão de alimentação (AL-AHMAD et
al., 2000).
28
A manutenção com limpezas é realizada pela adição de biocidas ou aplicações
(dosagem) intermitentes de biocidas em pequenas quantidades. O método mais eficaz e
barato para remoção dos microrganismos é a cloração, porém como a maioria das
membranas poliméricas tem baixa resistência ao cloro, seu excesso precisa ser
removido, por meio de absorção em carvão ativado ou pela adição do bissulfito de sódio
(MEYER, 2003).
Existe uma grande variedade de biocidas e a escolha adequada requer
experiência e deve ser baseada em testes em escala de laboratório. O ideal é associar
temperatura, biocidas e forças mecânicas, que ajudem na remoção do biofilme. Muitos
biocidas oxidantes estão disponíveis para uso industrial: cloro, bromo, cloraminas,
peróxido de hidrogênio, ozônio. A utilização desses biocidas requer cautela, pois muitos
deles são prejudiciais às membranas de poliamida (KIM et al., 2009). O ozônio tem sido
bastante utilizado como biocida, pois são formados menos subprodutos tóxicos. Ele
pode enfraquecer a matriz do biofilme e facilitar a remoção da biomassa. Como
desvantagem, o uso do ozônio apresenta custo muito elevado (BAKER e DUDLEY,
1998; AGUS et al., 2009; OH et al., 2009).
A eficiência do uso de bissulfito de sódio (NaHSO
3
) como biocida depende de
sua concentração, tempo de exposição e do tipo de microrganismo presente. Como o
bissulfito reage com agentes oxidantes, reduz a concentração de oxigênio dissolvido,
dificultando a propagação de microrganismos aeróbios (APPLEGATE e
ERKENBRECHER, 1987).
Vários biocidas não-oxidantes como formaldeído e glutaraldeído são usados
pelas indústrias, embora não sejam aprovados na legislação para a produção de água
potável. Eles são compatíveis com as membranas e biologicamente eficazes.
Normalmente, são utilizados em doses pequenas e intermitentes (BAKER e DUDLEY,
1998).
Após o procedimento de limpeza, em que se pode dissolver o biofilme e o
material orgânico a que o biofilme está aderido, é necessário o uso de desinfetante para
matar os microrganismos. Quando a limpeza não é eficaz, a desinfecção também não o
será, pois o desinfetante não poderá atravessar a camada polimérica formada
29
(POULSEN, 1999). A Figura 2.10 mostra o processo de limpeza no qual são utilizados
detergentes e desinfetantes.
Figura 2.10 Processo de limpeza. A. Processo de solubilização da matéria orgânica.
B. Lavagem com detergentes, que faz a retirada da camada superior do biofilme,
deixando expostos os microrganismos. C. Lavagem com desinfetante para
desativação dos microrganismos.
Além do uso de produtos químicos, também podem ser utilizadas enzimas ou
misturas delas para degradarem o biofilme. Esse processo ainda é bastante limitado,
principalmente devido ao seu alto custo quando comparado ao custo dos produtos
químicos. Alguns pesquisadores (GRIEBE e FLEMMING, 1998; BROUWER et al.,
2006) propuseram uma estratégia de prevenção e controle das bioincrustações utilizando
um biofiltro, onde ocorre o crescimento do biofilme devido à disponibilidade de
nutrientes. Assim, na saída do biofiltro a concentração de nutrientes estará reduzida,
contribuindo para a redução na formação das bioincrustações na superfície da
membrana.
Outra maneira de se limpar uma superfície é utilizar o aparelho de ultra-som.
Esse método tem sido aplicado em equipamentos médicos, instrumentos odontológicos,
trocadores de calor, entre outros. Entretanto, deve-se estar atento ao fato de que o ultra-
som pode danificar a superfície em que o biofilme está crescendo (ZIPS et al., 1990).
Muito se tem feito para reduzir os problemas relacionados às bioincrustações,
como por exemplo, o pré-tratamento da solução de alimentação, limpezas periódicas,
otimização do arranjo do módulo e das condições de processo, modificação das
propriedades superficiais das membranas, com o objetivo de produzir uma membrana
mais hidrofílica, mais resistente à oxidação ou com grupos iônicos fixos na matriz
polimérica (KIM et al, 2003; SCHÄFER et al., 2005).
30
2.5 Fabricação de Membranas
Um grande número de materiais e técnicas de preparação tem sido utilizados na
fabricação de membranas de OI. O foco principal dos trabalhos mais recentes é a
fabricação de membranas para uso em dessalinização de água do mar, as quais devem
ter rejeições maiores que 99,3% para produzir um permeado contendo menos de 500
mg/L de sal (BAKER, 2004).
Os materiais mais comumente utilizados para a síntese de membranas são os
polímeros. As membranas de MF e UF podem ser utilizadas como suporte na fabricação
de membranas compostas de OI e NF. A Tabela 2.3 mostra os polímeros mais utilizados
na fabricação de membranas (ULBRICHT, 2006).
Tabela 2.3 Polímeros mais utilizados para o preparo de membranas.
Polímero Morfologia Processo
Tipo
Espessura da
pele (µm)
Acetato de celulose Densa 0,1 OI, separação de gases
Porosa 0,1 UF
Porosa 50-300 MF
Nitrato de celulose Porosa 100-500 MF
Poliacrilonitrila Porosa 0,1 UF
Poli(éter imida) Porosa 0,1 UF
Poli(éter sulfona) Porosa 0,1 UF
Porosa 50-300 MF
Poli(tereftalato de etileno) Porosa 6-35 MF
Poli(óxido de fenileno) Densa 0,1 Separação de gases
Poliamida alifática Porosa 100-500 MF
Poliamida aromática Porosa 0,1 UF
Densa 0,05 OI, NF
Policarbonato Densa 0,1 Separação de gases
Porosa 6-35 MF
Poliéter Densa 0,05 OI, NF
Polietileno Porosa 50-500 MF
Poliimida Densa 0,1 Separação de gases, NF
Polipropileno Porosa 50-500 MF
Poli(siloxano) Densa 0,1 Pervaporação, NF
Polisulfona Densa 0,1 Separação de gases
Poli(álcool vinílico) Densa 1-10 Pervaporação
Poli(fluoreto de vinilideno) Porosa 0,1 UF
Porosa 50-300 MF
O mercado mundial de membranas de OI é dominado basicamente por dois
polímeros: o acetato de celulose (AC) e a poliamida (PA) (PETERSEN, 1993).
31
O AC foi um dos primeiros materiais a ser utilizado e ainda continua sendo
usado com sucesso, especialmente para tratamento de água. A principal vantagem das
membranas preparadas a partir deste polímero, quando comparada com membranas de
outros materiais, é a maior tolerância ao cloro, acima de 1 mg/L (HABERT et al.,
2005). Um dos problemas de aplicação das membranas de acetato é sua sensibilidade à
hidrólise (quebra dos grupos acetila), que é função do pH e da temperatura, limitando
muitas vezes, as condições operacionais (KHEDR, 2002).
Uma membrana de AC é considerada como uma membrana sem cargas, o que
somado a sua relativa hidrofilicidade faz com que os compostos incrustantes sejam
menos atraídos, transformam essas membranas numa boa alternativa para o uso em
aplicações com alto potencial para as bioincrustações (BYRNE, 2002). Entretanto, suas
principais limitações estão relacionadas à baixa estabilidade química (hidrólise dos
grupos acetato) e biológica, o que resulta na queda do fluxo e da rejeição (LINDER e
KEDEM, 2005).
Outra classe de polímeros utilizados para a preparação de membranas é a das
poliamidas. As poliamidas alifáticas podem ser utilizadas, porém suas membranas
possuem baixos valores de rejeição e fluxos modestos. As mais usadas pelas indústrias
de membranas de OI são as poliamidas aromáticas, pois possuem maior estabilidade
térmica, química e mecânica, além de boas propriedades de transporte (permeabilidade
e rejeição) (BAKER, 2004).
As propriedades das membranas de poliamida aromática (PA) são
determinadas pelos grupos aromáticos, os quais reduzem significativamente a
flexibilidade da cadeia polimérica. Como conseqüência, elas possuem temperatura de
transição vítrea (Tg) acima de 280º C. Sua estrutura química é constituída de ligações
cruzadas, o que proporciona a essas membranas uma resistência a solventes orgânicos
mais elevada. A estrutura química da camada seletiva de uma membrana de poliamida
aromática é mostrada na Figura 2.11 (MULDER, 1997).
32
Figura 2.11. Estrutura química da camada seletiva de uma membrana de poliamida
aromática.
As membranas de PA possuem um fluxo de permeado maior que as
membranas de AC, o que permite que elas sejam operadas a pressões bem mais baixas,
e ainda assim sejam obtidas maiores rejeições salinas. Conseqüentemente, há o menor
gasto de energia. A principal desvantagem no uso dessas membranas é a baixa
tolerância a agentes oxidantes, como cloro e iodo (BYRNE, 2002).
Na década de 70 foi desenvolvida a primeira membrana comercial composta
para OI. As membranas compostas são feitas pela deposição de um filme ultrafino em
uma membrana microporosa, o que a torna mecanicamente mais estável (JENKINS e
TANNER, 1998). A Figura 2.12 ilustra a morfologia de uma membrana composta.
Figura 2.12. Membrana plana composta com três camadas: papel não entrelaçado
como suporte, membrana microporosa e filme denso (pele) ultrafino.
Estas membranas possuem alta estabilidade química, apesar da tolerância ao
cloro ainda ser muito baixa. Elas não são biodegradáveis e podem ser operadas em
valores de pH entre 2 e 11 (HABERT et al., 2005). Membranas típicas, testadas com
soluções a 3,5% em NaCl, possuem rejeição salina de 99,5% e permeabilidade
p
ele densa
membrana micro
p
orosa
p
a
p
el não-entrela
ç
ado
33
hidráulica em torno de 1 a 2 L/h.m
2
.bar. Além disso, a rejeição a compostos orgânicos é
mais alta quando comparada com as membranas de AC (BYRNE, 2002).
A Tabela 2.4 mostra as principais membranas compostas comercializadas para
as diversas aplicações no processo de OI.
Tabela 2.4. Membranas Comerciais mais vendidas para OI
Nome Comercial Fabricante Material da Pele Densa
BW-30, SW-30, XLE,
NF90
FilmTec Poliamida aromática
NTR-750, NTR-759, NTR-
7250
Nitto Denko Company Poliamida aromática
NTR-729 Nitto Denko Company Poli(álcool vinílico)
DESAL TFM-100 GE Osmonics Polipropileno
DESAL TFM-50 GE Osmonics Poliamida aromática
ROGA-HR Koch Membranes Acetato de celulose
TFC-SS Koch Membranes Poliamida aromática
CPA, LFC, ESPA Hydranautics Poliamida aromática
As membranas de PA mais usadas comercialmente possuem carga negativa, o
que pode atrair alguns compostos incrustantes, aumentando o potencial para a
ocorrência de incrustações na superfície da membrana (BYRNE, 2002). Várias
alterações no processo de fabricação dessas membranas têm sido feitas com o objetivo
de modificar as características do polímero através do aumento das ligações cruzadas,
eliminando grupos funcionais que poderiam atrair os agentes causadores de
incrustações.
2.6 Modificação de Membranas
As principais pesquisas para minimizar os problemas relacionados às
incrustações têm se desenvolvido no sentido de prevenir a adsorção ou a adesão de
compostos indesejáveis na superfície das membranas. A modificação superficial vem
34
sendo utilizada como a principal rota de preparação de membranas low fouling (baixa
tendência a formar incrustações) através do aumento da sua hidrofilicidade ou
modificando suas cargas superficiais (KANG et al., 2007).
Para a modificação de superfícies de membranas, a maioria dos trabalhos
encontrados na literatura citam técnicas que variam desde uma simples adsorção física
(WILBERT et al., 1998, HACHISUKA et al, 2001; LOUIE et al., 2006) até a formação
de ligações químicas (BELFER et al., 1998; FREGER et al., 2002; COMBELLAS et
al., 2004; NIE et al., 2004; CHE et al., 2005; TU et al., 2005; HUANG et al.; 2006,
CHEN et al, 2006), sendo as seguintes consideradas como as mais promissoras:
inserção de grupos laterais (graftização) através da polimerização na superfície da
membrana, tratamento com plasma e cobrimento das superfícies utilizando soluções
diversas (NYSTROM e JARVINEN, 1987; LAI e CHAO, 1990; ASFARDJANI, 1993;
MUKHERJEE et al., 1996).
2.6.1. Polimerização na superfície: inserção de cadeias laterais
Vários pesquisadores têm trabalhado na modificação de membranas através da
inserção de grupos mais hidrofílicos em suas superfícies com o objetivo principal de
reduzir as incrustações. Essa técnica se baseia na introdução de grupos funcionais ativos
ou radicais livres na superfície da membrana para uma posterior ligação química entre
os monômeros e a membrana. Os procedimentos mais comuns utilizando esta técnica
envolvem a poliadiação iniciada por radiações ou por compostos químicos através de
radicais livres. Alguns autores também indicam o uso da policondensação através da
técnica de polimerização interfacial (HILAL et al., 2004).
O método da polimerização iniciada por radiação consiste no uso de calor,
radiação ultravioleta (UV), microondas, raios γ, raios X ou corrente elétrica para
provocar a iniciação da reação de polimerização (MANO e MENDES, 1999). A
iniciação através de UV consiste basicamente de duas etapas, conforme mostrado na
Figura 2.13. Inicialmente, utiliza-se benzofenona para abstrair átomos de hidrogênio do
substrato gerando radicais na superfície. Na segunda etapa, os monômeros entram em
contato com a superfície ativa do substrato e os iniciadores presentes na superfície
35
começam as reações de inserção (enxerto) sob irradiação UV. Esse método apresenta as
vantagens de reduzir a formação de homopolímeros e polímeros reticulados
indesejados, além de afetar apenas a superfície da membrana (MA et al., 2000).
Figura 2.13 Esquema do método de polimerização iniciada por radiação UV
usando-se benzofenona. (MA et al., 2000)
HILAL et al (2004) estudaram a formação de bioincrustações em superfícies
de membranas modificadas e fizeram uma comparação com membranas não
modificadas. Esses pesquisadores propuseram a modificação de membranas de MF de
[poli (fluoreto de vinilideno)] através da polimerização iniciada por radiação UV,
utilizando como monômero o ácido 2-acrilamida-2-metil-1-propano-sulfônico. As
membranas foram submetidas à filtração usando-se como alimentação uma suspensão
contendo células de Escherichia coli (E. coli), que é uma bactéria bastante utilizada por
se tratar de um indicativo de contaminação da água, além de ser útil na avaliação da
eficiência de desinfecção de diferentes agentes bactericidas usados no tratamento da
água. Os resultados do estudo mostraram que as superfícies modificadas possuem
propriedades bactericidas contra E. coli e podem ser mais resistentes às bioincrustações.
Os pesquisadores atribuíram a ação antimicrobiana das membranas modificadas à
penetração das cadeias poliméricas catiônicas nas paredes das células, o que leva à
destruição da camada celular externa.
MA et al (2000) também utilizaram o método descrito para modificar a
superfície de membranas de acetato de celulose e de polipropileno, com o objetivo de
reduzir a formação de biofilmes. As membranas foram testadas em um sistema de MF
usando-se suspensão de E. coli na corrente de alimentação. De acordo com os resultados
36
obtidos, os autores concluíram que a eficiência do tratamento da superfície das
membranas diminui com o aumento da concentração de E. coli na suspensão, o que
pode ser explicado pelo aumento da concentração de agentes incrustantes, reduzindo o
efeito da ação dos segmentos de cadeia enxertados.
PIERACCI et al (1999) seguiram o método proposto por MA et al (2000) e
modificaram as superfícies de membranas de poli(éter sulfona) utilizando três
monômeros hidrofílicos: N-vinil-2-pirrolidona, N-vinil-caprolactona e N-vinil-
formamida. Após a modificação, as membranas foram analisadas em sistema de UF,
com soluções de albumina de soro bovino (BSA) na alimentação. Os resultados obtidos
mostraram que as membranas modificadas possuíam maior hidrofilicidade e eram
menos suscetíveis às incrustações causadas por deposições de proteínas.
XI et al (2006) propuseram uma nova técnica de modificação de superfícies
que combina a deposição de polieletrólitos com a inserção de grupos laterais iniciada
por UV, com o objetivo de induzir o aparecimento de cargas negativas na superfície da
membrana. Nesse trabalho, foram modificadas membranas de poli(éter sulfona) com 5
monômeros diferentes, incluindo 3 polieletrólitos fortes (ácido metacrílico - MA, ácido
acrílico – AA, e ácido 2-acrilamido glicólico - AAG) e dois fracos (metacrilato de 2-
hidróxi-etila– HEMA e N-vinil-formamida - NVF). As estruturas dos monômeros estão
mostradas na Figura 2.14. Uma etapa adicional de eletroforese foi utilizada para
favorecer a deposição homogênea dos monômeros, o que pode levar à formação de uma
camada uniforme na superfície da membrana após a polimerização. O estudo incluiu a
análise das propriedades de transporte das membranas utilizando uma solução contendo
compostos orgânicos e a análise de suas superfícies através de microscopia eletrônica de
emissão de campo (MEV-EC) para o melhor entendimento dos mecanismos de
modificação. Os autores concluíram que as membranas modificadas apresentaram
menor tendência à formação de incrustações devido às suas características hidrofílicas e
à presença das cargas negativas fixas.
37
C
CC
CH
3
OCH
2
CH
2
OH
H
2
O
HEMA
H
C
O
NHCH CH
2
NVF
H
2
CCHC
O
NH
OH
CH C
O
OH
AAG
H
2
C
CH
C
O
OH
AA
H
2
C
C
CH
3
C
O
O
H
MA
Figura 2.14 Estruturas químicas dos diferentes monômeros utilizados para a
modificação das membranas de PES. (XI et al., 2006)
SUSANTO et al. (2007) investigaram o poli(metacrilato de glicol etilênico)
(PEGMA) para modificar membranas de poli(éter sulfona) (PES). Os experimentos
foram realizados com duas soluções contendo matéria orgânica (polissacarídeos e
albumina de soro bovino). Os resultados mostraram a maior resistência das membranas
modificadas à formação das incrustações, com um aumento da rejeição a esses
compostos. Porém, também foi observada a queda na permeabilidade, atribuída ao
entupimento dos poros devido à reação de polimerização do PEGMA na superfície das
membranas.
Alguns pesquisadores propõem o uso do poli(glicol etilênico) como monômero
hidrofílico, para modificar membranas de poliamida (KANG et al. 2007; TARBOUSH,
2008). Em ambos os trabalhos, os testes experimentais mostraram que a membrana
modificada se apresentou mais resistente à formação de incrustações, mas os autores
consideram que sejam necessários novos testes experimentais para a otimização da
técnica de modificação e para que possam ser alcançados melhores resultados.
A modificação através de polimerização iniciada por compostos químicos
inclui o uso de percompostos (peróxidos, hidroperóxidos), azoderivados (azonitrilas),
ácidos de Lewis (AlCl
3
, FeBr
3
, BF
3
, TiCl
4
, SnCl
4
), bases de Lewis (Na, K, complexo
38
sódio-naftaleno e reagentes de Grignard), sistemas catalíticos de Ziegler-Natta
(TiCl
3
/AlEt
3
) e de metalocênicos (metil-aluminoxano/zirconoceno) (MANO e
MENDES, 1999).
A iniciação química pode ocorrer através de radicais livres por decomposição
térmica ou por reações de oxi-redução, ou ainda através de íons ou por complexos de
coordenação. Na iniciação por decomposição térmica de peróxidos, hidroperóxidos e
azocompostos ocorre a cisão de uma ligação covalente fraca na molécula do iniciador.
A espécie ativa formada ataca imediatamente o monômero, gerando um radical livre
que inicia a polimerização. A iniciação por reações de óxido-redução pode ser
conseguida pela decomposição de peróxidos, hidroperóxidos e azocompostos, a
temperaturas mais baixas, minimizando a ocorrência de reações secundárias. Sais
ferrosos e tiossulfato de potássio são normalmente usados como agentes redutores. Na
iniciação química iônica, a cisão de uma ligação covalente no iniciador é promovida por
cátions e ânions, que prontamente atacam o monômero (MANO e MENDES, 1999).
Vários pesquisadores (BELFER et al., 1998, 1999, 2000, 2001, 2004, 2005;
GILRON et al, 2001; FREGER et al., 2002) propuseram a modificação de membranas
através da polimerização iniciada por reação de óxido-redução. Os radicais são gerados
em um monômero vinílico, sendo que este determina a hidrofilicidade e a carga
adquirida pela superfície da membrana.
BELFER et al (1998) foram os primeiros autores a utilizarem o método de
polimerização iniciada por reação de oxi-redução para modificar membranas comerciais
de poliamida. O sistema redox utilizado para iniciar a polimerização consistia de uma
mistura de metabisulfito de sódio (Na
2
S
2
O
5
)-persulfato de potássio (K
2
S
2
O
8
), sendo
usados como monômeros uma mistura de ácido metacrílico (MA) e poli (metacrilato de
glicol etilênico) (PEGMA). As membranas permaneciam em contato com a mistura
reacional por cerca de 30 minutos e eram monitoradas por espectroscopia no infra-
vermelho. O surgimento de novas bandas indicava a inclusão de grupos laterais. Além
disso, as membranas eram caracterizadas quanto ao potencial eletrocinético (zeta) e
quanto à queda do fluxo permeado.
39
Posteriormente, o mesmo sistema de iniciação foi utilizado para modificar
membranas de UF e NF (BELFER et al., 1999, 2000, 2001, 2004, 2005), sendo que
nesse caso, os monômeros utilizados foram ácido metacrílico e metacrilato de 3-sulfo-
propila na forma de sal de potássio (SPM). Os autores observaram que quando ocorrem
reações de inserção mais severas, há queda de 25-30% no fluxo. Além disso, quando a
modificação é realizada utilizando-se monômeros hidrofílicos, a superfície se torna
menos suscetível à adsorção de compostos orgânicos.
KIM et al. (2008) propuseram a modificação de membranas de poliamida por
etapas, que se inicia com a polimerização na superfície com o uso do ácido metacrílico
(membrana – MA), seguida da reticulação com etileno-diamina e finalizando com a
substituição dos grupos funcionais com o ácido succínico. A seqüência proposta está
mostrada na Figura 2.15. Os autores verificaram o aumento da hidrofilicidade e da
rejeição aos compostos orgânicos utilizados nos experimentos.
40
Figura 2.15. Esquema proposto para a modificação de membrana de poliamida
através da polimerização em sua superfície. a. polimerização. b. reticulação do
polímero e substituição dos grupos funcionais. (KIM et al, 2008)
2.6.2 Tratamento com plasma
Tratamentos com plasma podem alterar a superfície de vários polímeros,
modificando sua polaridade, molhabilidade e suas características adesivas (OZDEMIR
et al., 2002). Durante o processo de modificação utilizando plasma, ocorre a ativação da
superfície principalmente por abstração de átomos de hidrogênio e formação de radicais,
o que resulta na modificação de apenas alguns nanômetros da superfície superior do
41
polímero. Isto significa dizer que a superfície pode ser modificada seletivamente sem
que as propriedades globais do polímero sejam alteradas.
KULL et al (2005) utilizaram o plasma baseado em compostos de nitrogênio,
especificamente N
2
, NH
3
, Ar/NH
3
e O
2
/NH
3
, para modificar membranas de poli (éter
sulfona). As membranas foram caracterizadas por espectroscopia no infra-vermelho
(FTIR), ângulo de contato, microscopia eletrônica de varredura (MEV), calorimetria
diferencial de varredura (DSC), e quanto à queda do fluxo permeado devido à presença
de incrustações através de um sistema de UF, utilizando-se albumina de soro bovino
(BSA) na corrente de alimentação. Para o tratamento com plasma, as membranas eram
dispostas em um reator tubular e os gases eram introduzidos mantendo-se uma
quantidade admitida no reator de ±2%. Após o tratamento, as membranas eram
submetidas aos testes de caracterização. Os resultados mostraram que as membranas
modificadas com O
2
/NH
3
apresentaram caráter hidrofílico, confirmado pelos dados de
ângulos de contato. Os resultados obtidos após a filtração em sistema de UF mostraram
que as membranas mais hidrofílicas apresentaram menos incrustações, o que ficou
comprovado pelas menores quedas de fluxo.
STEEN et al (2002) investigaram o uso do plasma baseado em H
2
O na
modificação de membranas de poli(éter sulfona) e polietileno. O tratamento com esse
tipo de plasma atribui hidrofilicidade permanente às membranas hidrofóbicas, como
resultado das ligações covalentes O—H, C—O e C—O
x
. A modificação foi realizada
em um reator tubular que permitiu que o tratamento ocorresse em toda a seção
transversal das membranas. As membranas modificadas foram analisadas pelas técnicas
de ângulo de contato e MEV e os resultados mostraram que todas as membranas
apresentaram maior molhabilidade após o tratamento.
PAL et al. (2008) utilizaram o plasma de CO
2
para tratar a superfície de
membranas de poli(éter sulfona), que foram caracterizadas por ângulo de contato,
microscopia de força atômica (MFA) e permeabilidade com solução de albumina de
soro bovino. As membranas tratadas se mostraram mais hidrofílicas, menos rugosas e a
combinação desses dois fatores contribuiu para o aumento da permeabilidade das
membranas.
42
2.6.3 Cobrimento de superfícies: imersão em soluções
Além da modificação de superfícies através de reações ou tratamento com
plasma, são encontrados trabalhos na literatura que propõem a modificação das
membranas através do cobrimento utilizando-se a técnica de imersão em soluções.
O dióxido de titânio (TiO
2
) tem sido bastante investigado nos últimos anos para
tratar a superfície de membranas, pois possui efeitos fotocatalíticos capazes de
decompor matéria orgânica e de matar bactérias. A incorporação do dióxido de titânio
na superfície de membranas foi utilizada por KIM et al (2003) como uma tentativa de
diminuir os efeitos das bioincrustações. Nesse estudo, nanopartículas (10nm ou menos)
de TiO
2
foram preparadas por hidrólise controlada do tetraisopropóxido de titânio e
introduzidas na superfície de membranas comerciais de poliamida, através da imersão
das membranas na solução coloidal de TiO
2
. As membranas foram colocadas em
contato com uma suspensão contendo células de E. coli e o efeito do TiO
2
foi analisado
mediante medidas de rejeição e queda no fluxo permeado. Os experimentos
demonstraram a prevenção substancial das membranas modificadas contra as
incrustações causadas por microrganismos.
LI et al.(2007) investigaram o uso do copolímero de poliéter - poliamida como
solução de cobrimento em membranas comerciais de OI. Após a caracterização das
membranas por MFA, ângulo de contato e propriedades de transporte, os autores
concluíram que quando se reduz a rugosidade da superfície das membranas, elas se
tornam mais resistentes às bioincrustações. Os pesquisadores não obtiveram dados
satisfatórios quanto às propriedades de transporte das membranas, pois elas
apresentaram maior resistência hidráulica, sendo necessária uma maior pressão de
operação para manter a recuperação inicial, o que implica em maiores custos.
Com o objetivo de avaliar os efeitos do envelhecimento e do contato com
substâncias químicas, BENAVENTE e VÁZQUEZ (2004) trataram quimicamente
membranas de poliamida com soluções a 1M de HCl, HNO
3
e NaOH, separadamente. A
modificação afetou a estrutura das membranas, causando variações nos parâmetros de
transporte, o que foi atribuído à oxidação da poliamida.
43
Nos últimos anos, alguns pesquisadores tem utilizado o poli(álcool vinílico)
(PVA) para modificar a superfície de membranas, com o objetivo de torná-las menos
rugosas, mais hidrofílicas e, consequentemente mais resistentes a incrustações orgânicas
e bioincrustações (JIAN e MING, 1987; LI e BARBARI, 1994, 1995; NA et al., 2000;
ZHANG et al., 2003; KIM e LEE, 2006; WANG et al., 2006; MA et al., 2007). Como o
PVA é altamente solúvel em água, são promovidas reações de reticulação para aumentar
a estabilidade dos filmes de PVA em água. Muitos métodos de reticulação podem ser
encontrados na literatura, sendo os compostos mais utilizados o glutaraldeído (GA) e
ácidos dicarboxílicos (HIROTSU e NAKAJIMA, 1988; HIROTSU et al., 1988;
HUANG e YEOM, 1990, 1991a, 1991b; KRUMOVA et al., 2000; PRAPTOWIDODO,
2005). De um modo geral, quando uma membrana polimérica é reticulada com um
agente químico, à medida que a densidade de reticulação aumenta, a estrutura da rede da
membrana se torna mais compacta, reduzindo a mobilidade das cadeias, o volume livre
e o grau de inchamento das membranas (PRAPTOWIDODO, 2005).
KIM E LEE (2006) modificaram membranas comerciais de OI e NF através do
uso de uma solução de PVA, com o objetivo de reduzir a carga superficial e a
rugosidade da superfície. Os autores reportaram a diminuição da formação de
incrustações nas membranas após a realização de testes de permeação.
LIU et al.(2009) prepararam membranas de poli(tereftalato de etileno) (PET) e
modificaram suas superfícies com PVA e partículas de TiO
2
. Para a reticulação do
PVA, os autores utilizaram glutaraldeído, cuja reação está mostrada na Figura 2.16. A
modificação com o polímero aumentou o número de grupos hidroxila na superfície das
membranas, contribuindo para o aumento de suas propriedades hidrofílicas. Os
experimentos de permeação mostraram um bom desempenho das membranas frente à
adsorção de tolueno.
44
Figura 2.16. Mecanismo de reação do PVA com o GA.
Membranas comerciais foram desenvolvidas recentemente, com propriedades
melhores que as membranas já estabelecidas no mercado quanto à resistência à
formação das incrustações. A membrana LFC1 da Hydranautics, por exemplo, combina
alta rejeição salina com boa resistência a formação de incrustações. Sua superfície
passou por processos de modificação durante sua fabricação para originar essas
características (GERARD et al., 1998). A superfície de uma membrana LFC1 foi
analisada quanto às medidas de ângulo de contato e comparada com três outras
membranas, CPA2 (membrana composta convencional de poliamida), CAB2
(membrana de acetato de celulose) e LFC2 (membrana composta de poliamida com
carga positiva). Seus resultados mostram que a LFC1 (47º) é mais hidrofílica que a
CAB2 (50º) e que a LFC2 e LFC1 (62º). O efeito da hidrofilicidade na adsorção de
compostos orgânicos é mostrado na Figura 2.17, após as membranas terem sido
expostas a diferentes surfactantes. Como esperado, a membrana LFC2 (cargas positivas)
apresentou maior queda do fluxo na presença de surfactantes aniônicos. As membranas
LFC1 e CAB2 não apresentaram queda.
45
Figura 2.17 Razão fluxo final/fluxo inicial das diferentes membranas após
exposição aos diferentes surfactantes (GERARD et al., 1998)
Uma alternativa no mercado para as chamadas membranas low fouling é a
Ultracell PLC da Millipore. Essa membrana é recomendada para aplicações que
demandam correntes com alto teor de incrustantes como DNA, RNA e lipídios, pois é
fabricada com celulose modificada, sendo naturalmente hidrofílica e exibindo menos
tendência a adsorver proteínas. O gráfico da
Figura 2.18, mostra a comparação da adsorção da imunoglobulina pela
membrana Ultracell e por outras membranas de UF convencionais preparadas com
poli(éter sulfona) ou acetato de celulose (MILLIPORE, 2007).
Figura 2.18. Comparação da adsorção de proteína (Imunoglobulina) pelas
membranas Ultracell e convencionais de UF.
Adsor
ç
ão de imuno
g
lobulina
(
µ
g
/c
m
2
)
46
A DOW Liquid Separations também desenvolveu membranas resistentes a
incrustações, chamadas FR (fouling resistant). Essas membranas foram submetidas a
testes de permeação com alimentação rica em microrganismos, cuja contagem excedia a
2x10
6
UFC/mL. Após aproximadamente 100 horas de operação, os resultados
mostraram que a queda do fluxo foi menor para as membranas FR e que a recuperação
do fluxo permeado após o ciclo de limpeza chegou a 80%, o que é considerado
excelente em termos operacionais e econômicos (SEHN, 2007).
Como se pode perceber, as membranas da nova geração serão mais funcionais
e deixarão de ser conhecidas apenas como barreira seletiva. Os novos materiais
possuem um forte potencial para as aplicações futuras, e de acordo com essa teoria, se
decidiu estudar um agente bactericida (própolis) para modificar as membranas de modo
a investigar os efeitos de sua adição na redução das bioincrustações em suas superfícies.
2.7 A Própolis
A própolis é uma substância resinosa obtida pelas abelhas através da coleta de
resinas da flora (pasto apícola) da região, e alteradas pela ação das enzimas contidas em
sua saliva (GHISALBERTI, 1979). Essa substância é usada pelo homem desde os
tempos remotos, principalmente para fins preventivos e curativos. Porém, o interesse
pela própolis foi intensificado nas últimas quatro décadas, encontrando-se na literatura
um grande número de publicações sobre a sua composição química (BANKOVA et al.,
1992; MARCUCCI, 1995; CUNHA et al, 1997; KOO e PARK, 1997; BANSKOTA et
al., 1998), atividades biológicas e farmacológicas (BRUMFIT et al., 1990; GRANGE e
DAVEY, 1990; PARK et al., 1998; KUJUMGIEV et al. 1999; SFORCIN et al. 2000).
A própolis bruta encontra-se no estado sólido, sendo dura a 15°C e maleável a
partir dos 30°C. Suas propriedades físicas, como cor, odor e faixa de fusão (60° - 70°C)
variam de uma amostra para outra. Sua composição química é extremamente complexa,
sendo constituída de um modo geral por 55% de resinas e bálsamos, 30% de cera, 10%
de compostos voláteis e 5% de pólen e outros compostos inorgânicos (NEGRI et al.,
2000) A diferença entre os tipos de própolis está vinculada à sua origem botânica e à
espécie de abelha que a produziu. A própolis verde do Brasil, por exemplo, está
47
associada a planta Baccharis dracunculifolia, conhecida também como alecrim-do-
campo (LEITÃO et al., 2004).
2.7.1 Composição química da própolis
A própolis tem sido reconhecida por suas características bactericidas e
antifúngicas, porém sua estrutura química é bastante complexa e varia de acordo com a
origem botânica e fitogeográfica (BONHEVI et al., 1994, BANKOVA e MARCUCCI,
2000). Ela é constituída de uma grande variedade de substâncias como polifenóis,
quinonas, cumáricos, esteróides, aminoácidos e compostos inorgânicos. A maioria dos
componentes são de natureza aromática, principalmente flavonóides, os quais são
agentes bactericidas (BANSKOTA et al, 1998; COWAN, 1999; PISCO et al, 2006).
Os flavonóides são sintetizados pelas plantas e são reconhecidos como tendo
efeitos bactericidas contra uma grande variedade de microrganismos (RECIO et al,
1989). As estruturas das principais classes de flavonóides presentes na própolis estão
mostradas na Figura 2.19 (PUUPPONEM-PIMIA et al, 2001).
Figura 2.19. Estrutura das principais classes de flavonóides presentes na própolis.
A determinação da composição da própolis é bastante complicado devido a sua
composição complexa. Podem ser utilizados vários métodos analíticos, incluindo
48
cromatografia em camada delgada (CCD), cromatografia líquida de alta eficiência
(CLAE), cromatografia gasosa (CG), espectrometria de absorção atômica,
cromatografia gasosa acoplada ao espectrômetro de massa (CG-MS), camada delgada
de alta eficiência (CCDAE) e espectroscopia no ultravioleta-visível (UV-vis)
(MARKHAM et al., 1996; PARK e KOO, 1997; PEREIRA et al., 2000).
Alguns pesquisadores encontraram e isolaram diversos compostos na própolis
brasileira. Suas estruturas químicas estão mostradas na Figura 2.20 (BANSKOTA et al.,
1998; MARCUCCI et al, 2001; SANTOS et al, 2002; SAWAYA et al, 2004;
SALATINO et al., 2005). Um novo composto foi identificado como ácido 3,4-
dihidroxi-5-prenilcinamico através das análises de espectrometria de massa, infra-
vermelho e ressonância magnética nuclear (HAYASHI et al, 1999).
Ácido 3-prenil-4-hidroxicinâmico Ácido 3,5-diprenil-4-hidroxicinâmico
Ácido cafeico Ácido 2,2-dimetil-2H-1-benzopirano-6-
carboxílico
Ácido cupréssico Viscidona
49
2-[1-hidroximetil]vinil-5-acetil-
hidroxicumarano (I)
Figura 2.20. Estruturas químicas dos principais compostos encontrados na
própolis brasileira.
BANSKOTA et al (1998) analisaram amostras de própolis coletadas em
diferentes partes do Brasil e encontraram um novo derivado prenilado, o ácido 3-
hidroxi-2,2-dimetil-8-prenil-2H-1-benzopirano-6-propenoico (cuja estrutura está
mostrada na Figura 2.21) juntamente com 22 compostos já conhecidos. As estruturas
foram descobertas através de análises por cromatografia líquida, espectroscopia no
ultravioleta, espectroscopia no infravermelho e ressonância magnética nuclear.
Figura 2.21. Estrutura do ácido 3-hidroxi-2,2-dimetil-8-prenil-2H-1-benzopirano-
6-propenóico, encontrado na própolis brasileira.
TEIXEIRA et al (2005) verificaram a composição química da própolis verde e
identificaram diversos compostos prenilados e não-prenilados, terpenóides e compostos
de outras classes, mostrados na Figura 2.22.
50
2-hidroxi-7,12-dimetil-benzantraceno 1-hidroxi-2-(1-metoxietil)-3-metoxi-
antraquinona
Lactona Isomaturnin
4,8-dimetil-5-hidrindaceno
Figura 2.22. Estruturas dos compostos encontrados na própolis por TEIXEIRA et
al. (2005).
2.7.2. Propriedades biológicas e farmacológicas da própolis
O aproveitamento do potencial farmacológico dos produtos naturais tem se
intensificado, e dentro deste contexto, a própolis vem ganhando destaque à medida que
se correlaciona sua composição química com suas propriedades biológicas (anti-
microbianas, anti-inflamatórias, anti-virais, etc.). O interesse em se caracterizar o tipo
de própolis para cada uma das aplicações, em função de sua composição, representa a
tendência atual (MIDORIKAWA et al., 2001).
51
Vários pesquisadores têm estudado as atividades antimicrobianas,
hepatoproptetoras e antitumorais da própolis de diferentes localidades. Após
identificarem as substâncias presentes, os autores correlacionaram essas atividades à
presença de compostos fenólicos (KUJUMGIEV et al., 1999; BANSKOTA et al, 2002;
CHEN et al, 2003).
KUMAZAWA et al (2004) compararam as atividades antioxidantes de
própolis de diferentes origens: Argentina, Áustria, Brasil, Bulgária, Chile, China,
Hungria, Nova Zelândia, África do Sul, Tailândia, Ucrânia, Uruguai, EUA e
Uzbequistão. A maioria dos constituintes foram identificados e quantificados por
cromatografia liquida. A própolis com forte atividade antioxidante continha compostos
antioxidativos, o que foi relacionado com a alta concentração de ácido cafeico.
MARCUCCI et al. (2001) testaram os compostos encontrados na própolis
brasileira contra E. coli, Pseudomonas aeruginosa, Staphilococcus aureus e
Streptococcus faecalis. Os compostos mostraram atividade bactericida contra todas as
bactérias.
GAREDEW et al. (2004) propuseram o estudo da ação bactericida de três
extratos de própolis: própolis-água, própolis adicionado de compostos voláteis e
própolis-etanol. Segundo os autores, o extrato feito com água obteve a pior ação
bactericida e anti-fúngica.
Alguns trabalhos mostram a sensibilidade de cepas bacterianas a extratos de
própolis, os quais inibem o crescimento de diversas bactérias dos genêros Streptococcus
e Bacillus. (GONZALES et al, 1985; MERESTA e MERESTA, 1985).
A própolis foi testada como conservante de alimentos, devido às suas
propriedades bactericidas e bacteriostáticas, por TOSI et al. (2007). Os experimentos
foram realizados com extratos a 20% m/m em etanol utilizando-se como microrganismo
Escherichia coli. Os extratos testados tiveram sucesso em inibir o desenvolvimento da
E. coli, e conseqüentemente podem ser úteis como conservante natural de alimentos.
52
A própolis tem sido bastante pesquisada em diversos campos da medicina e por
isso merece atenção especial quanto aos experimentos bactericidas. No presente
trabalho, foi utilizada a própolis (extrato glicólico 30%) proveniente da região Sul do
Estado de Minas Gerais, também conhecida como própolis verde. Ela foi usada como
bactericida com o objetivo de reduzir a formação de bioincrustações na superfície das
membranas.
53
3 METODOLOGIAEXPERIMENTAL
Esse capítulo apresenta a metodologia utilizada para a realização dos testes
experimentais, bem como a descrição dos materiais e equipamentos utilizados para as
caracterizações dos filmes preparados e das membranas modificadas. O objetivo deste capítulo
é descrever os procedimentos empregados no recobrimento de uma membrana comercial de
osmose inversa utilizando poli(álcool vinílico), assim como a investigação do uso da própolis
como composto anti-microbiano para a redução da formação de bioincrustação na superfície
da membrana.
A caracterização estrutural dos filmes preparados e das membranas modificadas foi
conduzida por análise térmica (DSC e TGA) e espectroscopias no infravermelho, no
ultravioleta e por ressonância magnética nuclear. As propriedades de transporte, fluxo
permeado e rejeição salina, foram determinadas em sistema de permeação de bancada.
Para investigar a tendência para a formação de incrustações por deposição de
matéria orgânica e microrganismos, as membranas originais e modificadas foram
caracterizadas quanto à adsorção utilizando uma proteína modelo, albumina de soro bovino, e
quanto à formação de biofilme, utilizando como microrganismos modelos a
Listeria
monocytogenes e leveduras (Saccharomyses cerevisiae).
3.1 Preparo das soluções de PVA
O poli(álcool vinílico), PVA, tem sido amplamente investigado como material
para recobrimento de membranas (RAMOS, 2008) pelo fato de ser um polímero
hidrofílico, com baixo potencial a incrustações, biocompatível, quimicamente estável,
com habilidade para formação de filmes densos, facilidade de reticulação com diversos
compostos multifuncionais e custo reduzido. Seu uso para a síntese de membranas é
bastante conhecido, porém, devido à solubilidade do PVA em água, reações de
reticulação são necessárias para reduzir o inchamento da matriz polimérica e aumentar a
seletividade da membrana.
PVA com massa molar entre 85.000 a 146.000 Da, 99% hidrolisado, foi
adquirido da Aldrich Chemical Company, Inc. As soluções poliméricas foram
preparadas fixando a concentração do polímero em 0,1 e 1,0 %m/m.
54
O polímero era pesado em balão e adicionado o solvente (água destilada,
microfiltrada e deionizada). Após o término da pesagem o balão era conectado a um
condensador. A mistura solvente-polímero era homogeneizada por aproximadamente 24
horas sob agitação magnética. Após a completa solubilização do polímero, a solução era
deixada em repouso para garantir a eliminação das bolhas formadas durante a agitação e
resfriamento do sistema até temperatura ambiente.
3.1.1 Reticulação do PVA com ácido maleico
Para a reticulação do PVA foi utilizado ácido maleico, adquirido da Aldrich
Chemical Company, Inc. Após o preparo da solução de PVA, adicionava-se o ácido
maleico na razão mássica de 1:5 (ácido maleico:PVA). A reação de reticulação com
ácido maleico era concluída em estufa a 60ºC, por aproximadamente 24 horas.
3.1.2. Reticulação do PVA com glutaraldeído
Com o objetivo de melhorar as propriedades das membranas recobertas,
também foi utilizado glutaraldeído, adquirido da VETEC na forma de solução aquosa
25% v/v, como agente de reticulação do PVA. A reação de reticulação foi realizada a
temperatura ambiente através da mistura das soluções aquosas de PVA e de
glutaraldeído, mantendo a razão mássica glutaraldeído:PVA igual a 1:10
(FIGUEIREDO, 2008).
3.1.3 Preparo da solução de PVA com adição de própolis
Para a realização desta etapa foi utilizado extrato de própolis (solução glicólica
a 30% em propileno glicol) proveniente da região Sul de Minas Gerais. A solução de
PVA (1% m/m) foi preparada conforme descrito anteriormente, acrescentando-se
quantidades de extrato de própolis (EP) nas proporções PVA/EP de 10/1, 2/1, 1/1, 1/10
(em massa).
55
A mistura PVA/EP era levada rapidamente ao homogeneizador tipo Turrax por
5 minutos na velocidade de 22.000 rpm. Após esse procedimento, o glutaraldeído era
adicionado na temperatura ambiente, mantendo a razão 1:10 em relação ao PVA.
3.2 Reação química entre a própolis e o PVA
Como a própolis bruta não foi totalmente solúvel em água, foi utilizado o
dimetilsulfóxido (DMSO) para a solubilização da mesma. O DMSO utilizado como
solvente nesta etapa foi obtido da ISOFAR. A própolis bruta é proveniente de apiário da
região Sul de Minas Gerais, também conhecida como própolis verde bruta. O álcool
etílico P.A. foi obtido da VETEC.
A reação dos componentes da própolis com o PVA deve ser promovida para
melhorar sua fixação na matriz polimérica. A principal hipótese para a reação é a
formação de éster a partir da reação entre álcool e ácido, conforme o esquema abaixo:
R C
O
OH
+ R
1
OH
O
CR
O
R
1
grupo ácido da própolis + hidroxila do PVA grupo éster
Figura 3.1. Reação esperada entre álcool (representada pelo PVA) e ácido carboxílico
(representado pelos componentes da própolis).
Primeiramente, foi preparada a solução de PVA utilizando-se como solvente o
dimetilsulfóxido (DMSO), na concentração de 10% em massa de polímero. De maneira
similar às soluções aquosas, o polímero era pesado e adicionado o solvente. Após o
término da pesagem, a mistura solvente-polímero era homogeneizada por
aproximadamente 24 horas sob agitação magnética. Após a completa solubilização do
polímero, a própolis bruta era adicionada à mistura, em duas proporções, PVA:própolis
2:1 e 10:1 (em massa). Esta mistura era deixada sob agitação por mais 24 horas. As
reações foram processadas em duas temperaturas diferentes, 60 e 80°C.
A purificação do PVA reagido com a própolis foi conduzida através de uma
etapa de precipitação, na qual 10mL da mistura PVA-própolis era adicionada a 40 mL
56
de álcool etílico P.A. Após filtração do material precipitado, o solvente residual era
evaporado a temperatura ambiente até a secagem completa, caracterizada medindo-se a
variação da massa com o tempo.
3.3 Preparação de filmes densos
Com o objetivo de avaliar a incorporação da própolis na solução de PVA,
foram preparados filmes densos, vertendo-se as soluções poliméricas preparadas com
PVA, extrato de própolis e glutaraldeído (conforme descrito no item 3.1) em placas de
Petri. Posteriormente, as placas eram deixadas em capela para secagem a temperatura
ambiente, por aproximadamente 48 horas.
3.4. Caracterização da incorporação da própolis no PVA
Após a reação química entre a própolis e o PVA, as amostras preparadas e
purificadas, bem como os filmes densos preparados com soluções PVA/extrato de
própolis/glutaraldeído foram caracterizadas por espectroscopias no infravermelho com
transformada de Fourier (FTIR), no Ultravioleta-visível e de Ressonância Magnética
Nuclear (RMN), e por análise térmica (Calorimetria Exploratória Diferencial e
Termogravimetria).
3.4.1 Espectroscopia no Infravermelho (FTIR)
As análises de infravermelho foram conduzidas em um espectrômetro FTIR da
Perkin-Elmer, modelo Spectrum 100, utilizando refletância total atenuada (ATR). Os
espectros foram analisados na região de 4.000 a 500 cm
-1
, com resolução de 4 cm
-1
,
utilizando em média 16 varreduras para cada amostra. As análises de FTIR permitiram
avaliar a diferença estrutural entre as amostras, antes e após a mistura da própolis com o
PVA.
57
3.4.2 Espectroscopia no UV-visível
As medidas de espectroscopia na faixa do ultravioleta das amostras foram
obtidas em espectrofotômetro UV-VIS da Shimadzu, modelo Mini 1240. Foram
realizadas varreduras para a obtenção dos espectros e posterior avaliação do
comprimento de onda de maior absorção (DRAPAK, 2006). Com o comprimento de
onda obtido, foram feitas as leituras para todas as amostras.
3.4.3 Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN)
Através da espectroscopia de RMN podem ser obtidos dados sobre o processo
de modificação do polímero. As análises foram realizadas em espectrômetro Varian,
modelo Mercury 300. As amostras (aproximadamente 100 mg) foram dissolvidas em
DMSO e colocadas em tubos de 5 mm.
Para a visualização do núcleo de
13
C, foi realizada a análise com intervalo de
2s entre os pulsos, freqüência de observação de 75,4 MHz, janela espectral de 18.000
Hz e pulso de 90ºC. Foram utilizadas as técnicas de polarização cruzada e rotação no
ângulo mágico (CPMAS) e variação de tempo de contato (VTC), que fornecem
informações sobre a mobilidade molecular, interações entre os componentes e
homogeneidade em nível molecular dos materiais (MACIEL, 2008).
3.4.4 Calorimetria Exploratória Diferencial (DSC)
A análise por DSC foi conduzida em um calorímetro da Perkin-Elmer, modelo
DSC-7, em cápsulas de alumínio fechadas com massa de amostra em torno de 10 mg.
As análises foram realizadas no intervalo de temperatura de 10 a 200ºC, sob uma razão
de aquecimento de 10ºC/min e a uma vazão de nitrogênio de 22,5 mL/min.
3.4.5 Termogravimetria (TG)
As curvas de TG das amostras foram obtidas em um analisador
termogravimétrico da Perkin-Elmer, modelo TGA 7. A amostra (aproximadamente 5
mg) foi colocada em uma cápsula de platina e submetida a aquecimento na razão de
10ºC/min, sob atmosfera de nitrogênio, no intervalo de temperatura de 50 a 900ºC. O
58
acompanhamento da perda de massa com a temperatura possibilitou avaliar as
mudanças ocorridas na degradação térmica de cada amostra.
3.5 Modificação de Membranas de OI
Como os principais polímeros utilizados para a fabricação de membranas de
osmose inversa são o acetato de celulose (CA) e a poliamida (PA), foi utilizada uma
membrana comercial baseada em poliamida (BW30), adquirida da Filmtec/Dow, para o
desenvolvimento desse trabalho.
3.5.1 Recobrimento com polímero hidrofílico
A modificação superficial da membrana de osmose inversa foi feita por
recobrimento, utilizando soluções a 0,1 e 1,0 % m/m de poli(álcool vinílico), contendo
ácido maleico para promover a sua reticulação.
A membrana era cortada e fixada em placas de vidro com fita impermeável, de
modo a permitir que somente a camada seletiva da membrana entrasse em contato com
a solução. Posteriormente, as placas eram mergulhadas na solução de PVA/ácido
maleico, e rapidamente eram retiradas e levadas a estufa a 60ºC por 24 horas, para a
reticulação do PVA com o ácido maleico.
3.5.2 Recobrimento com solução contendo própolis
Para a realização desta etapa, foram utilizadas as soluções contendo PVA,
glutaraldeído e extrato de própolis, preparadas segundo o item 3.1. As amostras de
membrana eram fixadas em placas de vidro e imersas na solução de recobrimento. As
membranas eram secas em capela por aproximadamente 24 horas, à temperatura
ambiente.
59
3.6 Caracterização das Membranas de Osmose Inversa
3.6.1 Propriedades de Transporte
As propriedades de transporte (fluxo permeado e rejeição salina) das
membranas originais e modificadas foram analisadas em testes de permeação, com água
pura e com solução de NaCl a 2.000 mg/L, de modo a avaliar o desempenho das
membranas.
Para a realização dos testes de permeação, foi montado um sistema de osmose
inversa em escala de bancada, conforme mostra a Figura 3.2.
Figura 3.2. Sistema de Osmose Inversa utilizado para a caracterização das
membranas originais e recobertas com solução de PVA.
O sistema de permeação consiste de uma célula de aço inoxidável (1), onde
fica condicionada a membrana, um tanque de alimentação (2) com volume de
aproximadamente 4 litros, um manômetro (3) na saída da célula de permeação, válvula
reguladora de pressão (4), rotâmetro (5) e uma bomba (6) para recirculação da solução
de alimentação. O sistema opera com reciclo do concentrado e do permeado.
1
2
3
4
5
6
60
As características de transporte das membranas se alteram quando submetidas à
pressão, devido a efeitos mecânicos de compressão da subcamada porosa. Por isso,
antes dos testes de permeação, a membrana foi submetida a uma etapa de compactação,
com água destilada, microfiltrada e desmineralizada na pressão de 30 bar, até a
estabilização do fluxo permeado.
Após a compactação, a pressão do sistema foi variada em 30, 20 e 10 bar para a
obtenção da permeabilidade hidráulica.
Por fim, foram realizados os testes de rejeição salina, alimentando-se o sistema
com aproximadamente 4 litros de solução de NaCl a 2.000 mg/L. Para cada medida de
pressão foram obtidos valores do fluxo permeado e foram coletadas amostras de
permeado e da alimentação para as medidas da condutividade e para os cálculos da
rejeição (R) seguindo a equação:
1001 x
C
C
R
a
p
⎥
⎥
⎦
⎤
⎢
⎢
⎣
⎡
⎟
⎟
⎠
⎞
⎜
⎜
⎝
⎛
−= (3.1)
onde C
a
e C
p
são os valores das concentrações de NaCl na alimentação e no permeado,
respectivamente. A concentração de NaCl é relacionada com a condutividade da solução
através de uma curva de calibração.
3.6.2 Propriedades Morfológicas e Superficiais
A caracterização da morfologia das membranas pode ser feita através de
microscopia eletrônica de varredura (MEV), que é uma das principais ferramentas
disponíveis para o estudo da morfologia de materiais. O objetivo da utilização desta
técnica é a determinação da espessura de recobrimento, assim como a sua influência na
morfologia da membrana resultante.
As membranas recobertas com solução de PVA e original foram analisadas por
MEV, FEI Company, Quanta 200 com Micro Análise, Oxford Instruments - Penta
61
FETx3. As amostras foram preparadas por fratura na temperatura do nitrogênio líquido,
minimizando-se efeitos associados à deformação mecânica da membrana.
3.6.3 Adsorção de Matéria Orgânica
Nesta etapa, adotou-se como estratégia experimental expor as membranas a
uma solução a 0,5g/L de albumina de soro bovino (BSA) (LIU e BAI, 2005) por um
determinado tempo e remover a massa aderida para quantificação. Foram utilizados o
equipamento de ultrasom Microson Ultrasonic Cell Disruptor XL da Misonic e o
espectrofotômetro UV-VIS UV Mini 1240 da Shimadzu.
Uma área conhecida de cada membrana era transferida para uma placa de Petri
contendo 20 mL de solução de albumina e deixados por aproximadamente 20 horas, a
25°C e pH neutro, para a verificação da adesão.
Após a exposição ao meio líquido, os filmes eram retirados, lavados com água
destilada, transferidos para um recipiente com volume conhecido de água microfiltrada
(10 mL) e levados ao aparelho de ultrasom em um ciclo de 1 min e potência de 10
Watts, para a remoção do material aderido durante o tempo de experimento.
Posteriormente, a absorbância da água microfiltrada com o material que foi removido da
superfície das membranas pelo ultrasom era medida e correlacionada com a
concentração de albumina, calculada a partir da curva de calibração. A curva de
calibração foi construída preparando uma solução de BSA de concentração 1g/L. Esta
solução foi diluída 10; 4; 2 e 1,3 vezes e as absorbâncias das soluções diluídas foram
medidas a 280 nm.
3.6.4 Deposição de Matéria Orgânica – Teste de Permeação
Com o objetivo de se estudar a tendência das membranas à deposição de
matéria orgânica, foi verificada a variação do fluxo permeado com o tempo de
operação. Para a realização dos testes, o sistema de osmose inversa foi alimentado com
4 litros de solução 1g/L de BSA, a pressão foi mantida a 30 bar e a vazão de
alimentação foi de 76 L/h.
62
O decaimento do fluxo permeado foi registrado durante 150 horas de teste e a
variação percentual (fluxo inicial/fluxo após 150 h) foi utilizada para quantificar o
processo de deposição de matéria orgânica.
3.6.5 Formação do Biofilme
Para a quantificação da intensidade de formação de biofilme, selecionou-se
como microrganismo modelo a Listeria monocytogenes 7644, pois foi verificado que
este microrganismo é capaz de formar biofilmes em curtos períodos de tempo em
determinadas superfícies, porém deve-se atentar ao fato de que se trata de um
microrganismo patogênico (ARAUJO, 2007).
3.6.5.1
Adesão e Crescimento do Biofilme
Após a inoculação padrão do microrganismo, as células foram cultivadas com
ágar TSYE por 24 horas a 35ºC. O ágar TSYE foi preparado utilizando-se 40g de ágar
tripticase (MERCK) e 6g de extrato de levedura (MERCK), dissolvidos em 1 L de água
destilada. O pH foi ajustado para 7,3±0,1 com auxilio de potenciômetro (TECNOPON,
mPA 210 P) e o meio fundido em microondas (SHARP, Carousel II) foi posteriormente
esterilizado em autoclave a 121
o
C por 20 minutos (FABBE PRIMAR industrial Ltda,
autoclave vertical modelo 103). Após a esterilização, o meio foi vertido em placas de
Petri estéreis descartáveis ou em tubos de vidro esterilizados, no caso do preparo do
meio em tubo inclinado.
Após o tempo de cultivo em ágar TSYE, foram adicionados 6mL de água
destilada esterilizada e a superfície do meio foi raspada com auxílio de alça de platina
para a remoção da massa celular, formando uma suspensão. Dessa suspensão, foi
retirada uma alíquota e colocada em cubeta para se medir a densidade óptica em
espectrofotômetro (Analytik Jena Specord 210) com comprimento de onda de 610nm,
garantindo que todas as suspensões teriam aproximadamente a mesma quantidade de
microrganismo por unidade de volume.
Segundo metodologia descrita por PARRIZZI et al. (2004), as amostras de
membranas com área 1cm
2
foram colocadas, em duplicata, em contato com 36mL de
TSYE. Para o preparo do meio TSYE foram utilizados 30g de caldo tripticase
63
(MERCK), 6g de extrato de levedura (MERCK), dissolvidos em 1 L de água destilada
morna. O pH foi ajustado para 7,3±0,1 com auxilio de potenciômetro (TECNOPON,
mPA 210 P) e o meio distribuído em frascos com tampa de rosca para esterilização em
autoclave a 121
o
C, por 20 minutos (FABBE PRIMAR industrial Ltda, autoclave
vertical modelo 103).
Em seguida, uma alíquota de 4mL da suspensão bacteriana foi inoculada em
cada erlenmeyer contendo a amostra de membrana para completar o volume de 40mL
(inóculo representando 10% do volume total). Os conjuntos foram incubados a 35º C
com agitação de 100rpm em shaker (430RDB-Nova Ética), até a caracterização do
biofilme formado por contagem de células viáveis aderidas, MEV e microscopia de
epifluorescência.
3.6.5.2
Contagem de Células Viáveis Aderidas
Após 28 horas de adesão, as amostras foram retiradas do meio e lavadas com
água destilada para a remoção das células não aderidas. Cada amostra foi adicionada a
tubos contendo pérolas de vidro e 10mL de solução salina. Os tubos contendo as
amostras foram submetidos a agitação em vórtex com velocidade máxima por 2 minutos
para que houvesse a remoção mecânica das células aderidas. A partir da primeira
diluição, foi realizada a diluição seriada até 10
-10
,
em tubos contendo 9mL de solução
salina. O inóculo foi realizado através do método da gota (MILES e MISRA, 1938).
De cada tubo contendo as diluições, foram retiradas alíquotas de 20µL para
inocular em placas contendo ágar TSYE. As alíquotas foram dispostas sobre o meio em
forma de gotas, sem espalhamento. Após a absorção da gota pelo meio, as placas foram
incubadas a 35º C por 24 horas, então foi realizada a contagem das colônias presentes
em cada gota. Foram consideradas ideais para contagem as gotas que possuíam entre 5 e
50 UFC. O número de células viáveis foi determinado através da média do número de
colônias multiplicado pela diluição e por 50 (para a correção do volume para 1 cm
3
)
(ARAUJO, 2006, FERREIRA et al., 2007; PIRES et al., 2007).
64
3.6.5.3
Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV)
Com o objetivo de avaliar a evolução do crescimento microbiano foram
realizadas análises de imagens obtidas por MEV. Nesta etapa, foi utilizado o
Microscópio Eletrônico de Varredura FEI Company Quanta 200 com Micro Análise
Oxiford Instruments - Penta FETx3.
As amostras não passaram pelos procedimentos de fixação, que envolvem o
uso de substâncias químicas que, geralmente, reagem com alguns componentes da
matriz biológica, o que poderia modificar a estrutura real dos biofilmes (SIMÕES et al.,
2007).
Conforme descrito por MACHADO (2005) e SIMÕES et al. (2007), foi
realizada uma desidratação das amostras através de imersão em soluções de etanol
absoluto de concentração crescente até 100% (10, 25, 40, 50, 70, 80, 90 e 100%),
permanecendo 15 minutos em cada solução.
Após secagem, as amostras foram metalizadas (banho de ouro) e levadas para a
visualização da superfície no MEV, em alto vácuo.
3.6.5.4
Microscopia de Epifluorescência
As células aderidas às amostras das membranas foram coradas para a
microscopia como descrito no protocolo experimental fornecido pelo distribuidor do kit
de viabilidade bacteriana para ensaios microscópicos e quantitativos L7012
LIVE/DEAD
®
(Molecular Probes Inc., EUA).
Foram misturados volumes iguais dos componentes A (SYTO 9 - 3,34mM) e B
(Iodeto de Propídeo – 20mM). Foram adicionados 3µL desta mistura de corantes nas
superfícies testadas e após 15 minutos em temperatura ambiente e no escuro, as
amostras foram colocadas entre lâmina e lamínula e levadas ao microscópio Zeiss
Axioplan 2. Este microscópio é equipado com sistema de fluorescência e câmera digital
Color View XS, permitindo a observação das células viáveis aderidas.
65
3.6.5.5
Teste de permeação – Longa duração
Com o objetivo de se avaliar a resistência das membranas (em operação)
quanto à formação do biofilme foram realizados testes de permeação de longa duração
no sistema de osmose inversa, mostrado na Figura 3.1. O teste foi realizado
alimentando-se o sistema com uma solução a 200 mg/L de levedura comercial
liofilizada (Saccharomyces cerevisiae), a 30 bar e vazão de 76 L/h. O decaimento do
fluxo permeado foi registrado durante 150 horas de operação e a variação percentual
(fluxo inicial/fluxo após 150 h) foi utilizada para se avaliar o efeito da formação de
biofilme.
66
4
4
RESULTADOSEDISCUSSÃO
Neste capítulo são apresentados e discutidos os resultados experimentais
obtidos durante o desenvolvimento desta tese. Primeiramente, foi realizado o
estudo da reação química entre a própolis e o PVA. Nesta etapa, foram
preparadas soluções de PVA e própolis em diversas proporções, variando-se a
temperatura de reação. Para uma melhor avaliação da incorporação da própolis
no PVA, também foram preparados filmes densos, utilizando-se soluções de PVA e
extrato de própolis. As amostras obtidas após a reação química e os filmes densos
foram submetidos à análise térmica (DSC e TGA) e espectroscopias de
infravermelho, de UV-visível e de ressonância magnética nuclear, para a
verificação dos grupos funcionais existentes.
Para a investigação da resistência à deposição de matéria orgânica e
formação de biofilme, uma membrana comercial de osmose inversa foi recoberta
com solução de PVA e própolis e, posteriormente, caracterizada quanto às
propriedades de transporte (permeabilidade hidráulica e rejeição salina). A
adsorção de matéria orgânica foi estudada, utilizando-se solução de albumina de
soro bovino e a resistência à formação de biofilme foi caracterizada utilizando um
microrganismo modelo (Lysteria monocytogenes) e um tipo de levedura
(Saccharomyces cerevisiae).
4.1 Estudo da incorporação da própolis no PVA
Para que houvesse incorporação efetiva dos componentes da própolis na matriz
polimérica do PVA, após a dissolução dos componentes, a solução foi mantida aquecida
por 24 horas com o objetivo de facilitar a reação entre os grupos hidroxila do PVA com
grupos ácidos presentes em vários dos compostos representativos da própolis. Após este
período, procedia-se a etapa de purificação, conforme descrito no Capítulo 3. As
amostras do material obtido e os filmes densos correspondentes foram analisados
através de espectroscopias no infravermelho com transformada de Fourier (FTIR), do
UV-visível (UV) e de ressonância magnética nuclear (RMN), e quanto à análise térmica
(DSC e TGA).
67
Através da comparação dos resultados de caracterização das amostras obtidas
com ou sem a adição do extrato de própolis, procurou-se identificar a presença de novos
grupos funcionais oriundos da incorporação da própolis na matriz do PVA.
4.1.1 Espectroscopia de Infravermelho (FTIR)
As análises por espectrometria de infravermelho foram realizadas com o
objetivo de investigar o aparecimento de bandas características de grupos químicos
resultantes da reação da própolis com o PVA, como os grupos éster formados pela
reação entre as hidroxilas e ácidos carboxílicos. Por outro lado, a presença de bandas
características dos compostos da própolis no espectro pode indicar que houve a
incorporação da própolis na matriz polimérica sem a ocorrência da reação química.
A Figura 4.1 mostra o espectro de FTIR obtido para a própolis bruta. Pode-se
observar próximo a 3.200 cm
-1
a banda característica do grupo OH. Na faixa de 3.000 a
2.800 cm
-1
aparecem duas bandas intensas, que podem ser relacionadas a grupos
metilênicos.
2917
3277
40
50
60
70
80
90
100
650850105012501450165018502050225024502650285030503250345036503850
Número de onda (cm -1)
Transmitância (%
)
própolis bruta
2849
1601
1514
1168
Figura 4.1. Espectro de FTIR obtido para a própolis bruta.
68
Segundo WU et al. (2008) de 1.600 a 1.500 cm
-1
podem ser observadas bandas
relativas aos flavonóides, como as dos anéis aromáticos em 1.601 cm
-1
e 1.514 cm
-1
. Na
área que compreende a região de 1.300 a 900 cm
-1
, a banda intensa que ocorre em torno
de 1.160 cm
-1
leva à identificação do grupo OH como sendo característico de fenol. As
bandas registradas na região de 900 a 675 cm
-1
podem estar ligadas a alcenos, presentes
na estrutura da própolis (SILVERSTEIN et al., 1991, WU et al., 2008). Sendo assim, o
espectro obtido para a própolis bruta corrobora com a literatura, sendo os principais
compostos encontrados os flavonóides (formados por anéis aromáticos) e compostos
prenilados e não-prenilados (BANSKOTA et al., 1998, MARCUCCI et al, 2001,
SANTOS et al, 2002, SAWAYA et al, 2004, SALATINO et al., 2005).
A Figura 4.2 mostra o espectro de FTIR correspondente ao filme de PVA
obtido a partir da solubilização em DMSO, a 60ºC. Nesse caso, destacam-se duas
bandas bem intensas: uma banda de absorção em torno de 3.200 cm
-1
relativa ao grupo
OH do PVA e uma relativa à ligação S=O do DMSO, em 1.050 cm
-1
.
40
50
60
70
80
90
100
650115016502150265031503650
Número de onda (cm -1)
% T
filme PVA/DMSO
Figura 4.2 Espectro de FTIR obtido para o filme de PVA/DMSO obtido após a
solubilização do PVA em DMSO. Proporção PVA/DMSO 10% em massa de polímero.
Para o melhor entendimento e caracterização da incorporação dos componentes
da própolis, a Figura 4.3 compara os espectros de FTIR de filmes de PVA/própolis em
69
diferentes proporções, obtidos a partir de soluções em DMSO, com os espectros da
própolis bruta e do filme de PVA obtido também a partir de soluções com DMSO. No
caso da mistura PVA/própolis, a solução em DMSO foi mantida a 60ºC por 24 horas
para propiciar a reação entre os componentes.
40
50
60
70
80
90
100
650115016502150265031503650
cm -1
% T
PVA/própolis 2/1
PVA/própolis 10/1
Filme PVA/DMSO
própolis bruta
Figura 4.3 Espectros de FTIR obtidos para os filmes de PVA/própolis nas proporções 2/1 e
10/1 em massa, comparados aos espectros da própolis bruta e do filme de PVA. Solução
PVA/própolis mantida a 60ºC/24 h antes do preparo do filme denso.
De modo a facilitar a análise comparativa, a Figura 4.4 destaca as bandas dos
espectros na região do grupo OH. Pode-se observar que tanto as misturas PVA/própolis,
quanto o filme de PVA apresentam uma banda referente a esse grupo, em torno de
3.200 cm
-1
. Esta banda é mais discreta para a própolis, sendo característica do PVA. A
redução da absorção neste número de onda, com o aumento do teor de própolis na
solução, pode indicar o consumo dos grupos hidroxila em reações com os grupos
funcionais dos compostos da própolis.
70
3274,0
40
50
60
70
80
90
100
30003100320033003400350036003700
cm -1
% T
PVA/própolis 2/1
PVA/própolis 10/1
Filme PVA/DMSO
própolis bruta
Figura 4.4. Espectros de FTIR na região do grupamento OH dos filmes de PVA/própolis
nas proporções 2/1 e 10/1 em massa, e dos componentes isolados, própolis bruta e filme de
PVA. Solução PVA/própolis mantida a 60ºC/24 h antes do preparo do filme denso.
A Figura 4.5 apresenta os espectros na faixa de 3.000 – 2.800 cm
-1
, que
compreende bandas características da própolis em torno de 2.849 cm
-1
.
2917,42
2849,49
40
50
60
70
80
90
100
28002850290029503000
cm -1
% T
PVA/própolis 2/1
PVA/própolis 10/1
Filme PVA/DMSO
própolis bruta
Figura 4.5. Espectros de FTIR na faixa 3.000-2.800 cm
-1
dos filmes de PVA/própolis nas
proporções 2/1 e 10/1 em massa, da própolis bruta e do filme de PVA. Solução
PVA/própolis mantida a 60ºC/24 h antes do preparo do filme denso.
71
A comparação com os espectros das misturas PVA/própolis e do filme de PVA
mostra que, possivelmente, a própolis foi incorporada ao PVA, já que houve redução da
intensidade desta banda nos filmes PVA/própolis. Essa banda não é observada no
espectro do filme de PVA.
De modo a confirmar a incorporação da própolis no PVA, foi realizada a
análise de FTIR na faixa de 1.800 a 1.300 cm
-1
(Figura 4.6). Essa região mostra a
presença de anéis aromáticos (em torno de 1.600 cm
-1
), conforme se observa no
espectro da própolis bruta e com pequena intensidade nos espectros das misturas. Em
1.514 cm
-1
se observa uma banda característica de compostos aromáticos presentes em
flavonóides, conforme descrito por WU et al., 2008. Essa banda não foi encontrada no
espectro do PVA. Em torno de 1.370 cm
-1
pode ser observada em todos os espectros,
com exceção do filme de PVA, uma banda que pode ser relacionada aos ácidos
carboxílicos.
1375
1462
1514,31
1601,46
40
50
60
70
80
90
100
13001350140014501500155016001650170017501800
cm -1
% T
PVA/própolis 2/1
PVA/própolis 10/1
Filme PVA/DMSO
própolis bruta
Figura 4.6. Espectros de FTIR na região de 1.800 a 1.300 cm
-1
dos filmes de PVA/ própolis
nas proporções 2/1 e 10/1 em massa, da própolis bruta e do filme de PVA. Solução
PVA/própolis mantida a 60ºC/24 h antes do preparo do filme denso.
A região intermediária do espectro, 1.300 - 900 cm
-1
, é conhecida como a
região da “impressão digital” da molécula, na qual podem ser observadas as bandas
72
originadas de modos de vibração acoplados. A Figura 4.7 mostra os espectros
correspondentes, podendo-se observar que os espectros das misturas se assemelham ao
do filme de PVA. Entretanto, nesta região não é possível observar evidências
conclusivas sobre a presença ou ausência de grupos funcionais característicos
(SILVERSTEIN et al., 1991).
0
20
40
60
80
100
9009501000105011001150120012501300
cm -1
% T
PVA/própolis 2/1
PVA/própolis 10/1
Filme PVA/DMSO
própolis bruta
Figura 4.7. Espectros de FTIR na região de 900 a 1.300 cm
-1
dos filmes de PVA/ própolis
nas proporções 2/1 e 10/1 em massa, da própolis bruta e do filme de PVA. Solução
PVA/própolis mantida a 60ºC/24 h antes do preparo do filme denso.
Além disso, foi realizada análise da região de comprimentos de onda mais
baixos, de 900 a 650 cm
-1
. Nessa região, os compostos aromáticos e heteroaromáticos
produzem bandas intensas. A Figura 4.8 mostra os espectros, podendo-se observar que
os filmes preparados com as misturas de PVA e própolis se assemelham ao espectro do
filme de PVA, sem indicar, portanto, a presença da própolis.
73
40
50
60
70
80
90
100
650700750800850900
Número de onda (cm
-1
)
Transmitância (%
)
PVA/própolis 2/1
PVA/própolis 10/1
Filme PVA/DMSO
própolis bruta
Figura 4.8. Espectros de FTIR na região de 900 a 650 cm
-1
dos filmes de PVA/ própolis nas
proporções 2/1 e 10/1 em massa, da própolis bruta e do filme de PVA. Solução
PVA/própolis mantida a 60ºC/24 h antes do preparo do filme denso.
Para avaliar o efeito da temperatura na reação de incorporação da própolis no
PVA, foram realizadas análises de FTIR das amostras preparadas a partir do
aquecimento da solução a 60 e 80ºC. A Figura 4.9 mostra os espectros de FTIR dos
filmes obtidos a partir da solução PVA/própolis 2/1 após aquecimento a 60º ou a 80ºC.
Praticamente não são observadas diferenças entre os espectros dos filmes obtidos com o
acondicionamento da solução em diferentes temperaturas, tendo sido mantida a
presença das principais bandas características em ambos os espectros.
74
40
50
60
70
80
90
100
650115016502150265031503650
Número de onda (cm -1)
% T
PVA/própolis 2/1
PVA/própolis 10/1
Figura 4.9 Espectros de FTIR obtidos para os filmes de PVA/própolis na proporção 2/1.
Solução PVA/própolis mantida a 60 ou 80ºC/24 h antes do preparo do filme denso.
Além das amostras obtidas após o aquecimento da solução de PVA com
própolis bruta, também foram avaliados filmes obtidos a partir de misturas de PVA (1%
m/m) com extrato de própolis nas proporções 1/2 e 1/10, preparadas em Turrax,
conforme descrito no Capítulo 3. A Figura 4.10 mostra os espectros do filme de PVA e
dos filmes de PVA/própolis, comparados ao espectro do extrato de própolis.
75
20
30
40
50
60
70
80
90
100
650115016502150265031503650
Número de onda (cm -1)
Transmitância (%)
extrato de própolis
filme PVA/EP 1/10
filme PVA/EP 1/2
filme PVA
Figura 4.10. Espectros de FTIR para o filme de PVA e para os filmes de PVA com extrato
de própolis nas proporções 1/2 e 1/10, comparados ao espectro do extrato de própolis
puro.
Pode-se observar na Figura 4.10 que a região do espectro referente ao grupo
OH (em torno de 3.200 cm
-1
) é bem semelhante para todas as amostras, indicando a
presença desses grupos tanto nas misturas, quanto nas amostras puras. Para facilitar a
comparação e confirmação da incorporação da própolis através de outras regiões do
espectro, foi feita análise na região de 3.000-2.800 cm
-1
.
A Figura 4.11 mostra os espectros das amostras.
76
2930
2971
40
50
60
70
80
90
100
28002820284028602880290029202940296029803000
Número de onda (cm
-1
)
Transmitância (%
)
extrato de própolis
filme PVA/EP 1/10
filme PVA/EP 1/2
filme PVA
Figura 4.11. Espectros de FTIR na faixa 3.000- 2.800 cm
-1
dos filmes de PVA/extrato de
própolis nas proporções 1/2 e 1/10 em massa, do extrato de própolis puro e do filme de
PVA em H
2
O.
Pode-se observar que o espectro do filme preparado com a solução com maior
teor de extrato de própolis se assemelha ao espectro do extrato de própolis puro,
indicando a presença dos seus componentes nos filmes de PVA.
A Figura 4.12 mostra os espectros de FTIR das amostras na faixa de 1.800 -
1.300 cm
-1
, que compreende a região dos anéis aromáticos (em torno de 1.601 cm
-1
) e a
região relativa ao grupo dos ácidos ou à ligação C-O presente em fenóis (em torno de
1.370 cm
-1
). Observa-se que a primeira banda somente está presente no espectro do
extrato de própolis, enquanto a segunda está presente tanto no espectro do extrato de
própolis, quanto nos espectros das misturas, indicando mais uma vez que a própolis foi
de fato incorporada ao PVA.
77
1375
1601
60
65
70
75
80
85
90
95
100
13001350140014501500155016001650170017501800
Número de onda (cm
-1
)
Transmitância (%
)
extrato de própolis
filme PVA/EP 1/10
filme PVA/EP 1/2
filme PVA
Figura 4.12. Espectros de FTIR na faixa 1.800 – 1.300 cm
-1
dos filmes de PVA adicionados
de extrato de própolis nas proporções 1/2 e 1/10 em massa, do extrato de própolis e do
filme de PVA.
A Figura 4.13 mostra os espectros na faixa de 1.300 a 650 cm
-1
.
Nesse caso, podem ser observadas mais semelhanças entre os espectros do
extrato de própolis (EP) e dos filmes resultantes da solução com maior teor de extrato
de própolis (PVA/EP 1/2), como indicado pelas bandas em 1.036, 989, 945 e 835 cm
-1
.
Este fato confirma, portanto, a incorporação da própolis na matriz polimérica do PVA.
78
989
1036
945
835
20
30
40
50
60
70
80
90
100
650750850950105011501250
Número de onda (cm
-1
)
Transmitância (%
)
extrato de própolis
filme PVA/EP 1/10
filme PVA/EP 1/2
filme PVA
Figura 4.13. Espectros de FTIR na faixa 1.300- 650 cm
-1
dos filmes de PVA adicionados de
extrato de própolis nas proporções 1/2 e 1/10 em massa, do extrato de própolis e do filme
de PVA.
4.1.2 Espectroscopia na região do UV-visível
Com o objetivo de confirmar os resultados obtidos por FTIR, os quais indicam
a incorporação da própolis na matriz polimérica do PVA, foram realizadas análises na
faixa do UV-visível. A Tabela 4.1 mostra os resultados obtidos no comprimento de
onda de 425 nm para as amostras dos filmes PVA/própolis bruta nas proporções 2/1 e
10/1, nas duas temperaturas analisadas.
Tabela 4.1. Resultados das análises realizadas a 425 nm para as amostras dos filmes de
PVA/própolis bruta obtidos a partir de soluções mantidas a 60ºC ou a 80ºC.
FILME
a
ABSORBÂNCIA TEMPERATURA DE
ACONDICIONAMENTO
DA SOLUÇÃO
PVA 0
PVA/própolis (proporção 10/1) 0,246
PVA/própolis (proporção 2/1) 0,617
60ºC
PVA 0
PVA/própolis (proporção 10/1) 0,705
PVA/própolis (proporção 2/1) 2,493
80ºC
a
Todos filmes obtidos a partir de soluções em DMSO
79
Pode-se observar pelos resultados obtidos na região de UV-visível que quanto
maior o teor de própolis na mistura, maior a absorbância, comprovando sua presença na
amostra. Além disso, são observados maiores valores para as amostras obtidas a partir
da solução mantida a 80ºC/24 h, o que pode indicar o favorecimento da reação entre os
grupos hidroxila do PVA com os grupos ácidos dos componentes da própolis.
Os filmes obtidos a partir da mistura de PVA com extrato de própolis também
foram analisados por espectrometria de UV-visível e a Tabela 4.2 mostra os valores de
absorbância no comprimento de onda de 425nm para os filmes correspondentes.
Tabela 4.2. Análises realizadas a 425 nm para as amostras dos filmes de PVA/extrato de
própolis obtidos a partir de soluções preparadas em Turrax.
FILME ABSORBÂNCIA
PVA 0
PVA/extrato de própolis (proporção 1/2) 0,560
PVA/extrato de própolis (proporção 1/10) 0,655
Como esperado, a amostra com maior teor de extrato de própolis apresentou
maior valor de absorbância, confirmando a presença da própolis na mistura com o PVA.
4.1.3 Espectroscopia por Ressonância Magnética Nuclear (RMN) do
13
C
Com o objetivo de obter dados sobre o processo de modificação do PVA,
foram realizadas análises de RMN do PVA puro e da mistura PVA/própolis 1/10. A
Figura 4.14 mostra os resultados obtidos.
80
Figura 4.14. Espectros de RMN do PVA e dos filmes obtidos a partir da mistura
PVA/própolis na proporção 1/10.
Pode-se observar que os deslocamentos que correspondem ao C ligado ao
grupo OH (faixa de 64-68 ppm) do PVA aparecem nos dois espectros. O pico que
ocorre em torno de 40 ppm é referente ao solvente utilizado na técnica, DMSO. Para
caracterizar a presença da própolis podem ser observados os deslocamentos na faixa de
50 ppm, que só ocorrem no espectro da mistura PVA/própolis. Pela espectroscopia de
RMN também não foi possível detectar deslocamentos característicos de grupos ésteres
(faixa de 150 a 185 ppm).
4.1.4 Análise Térmica por Calorimetria Exploratória Diferencial (DSC)
As curvas de calorimetria exploratória diferencial das amostras são mostradas
na Figura 4.15. O perfil encontrado para o filme de PVA com extrato de própolis foi
comparado com o perfil da própolis pura e com o do PVA puro. Pode-se observar que
não houve modificação significativa entre as curvas obtidas para os filmes com PVA na
presença e na ausência de própolis. Também não foi possível determinar a temperatura
81
de transição vítrea, T
g
, das amostras, sendo necessário um estudo adicional mais
detalhado para caracterizar a presença da própolis nos filmes de PVA/extrato de
própolis.
Figura 4.15. Curvas de DSC para a própolis pura e para os filmes de PVA puro e
adicionado de própolis na proporção de 1/10.
4.1.5 Análise da Estabilidade Térmica (TGA)
As curvas de termogravimetria das amostras são apresentadas na Figura 4.16.
Segundo TSUCHIA e SUMI (ROBERT et al., 1973), a decomposição do PVA ocorre
em dois estágios. O primeiro estágio se inicia em torno de 200ºC e envolve a
desidratação acompanhada pela formação de produtos voláteis. A segunda etapa, a
450ºC, corresponde à degradação de polienos para formar carbonetos e hidrocarbonetos.
PVA/própolis 1/10
82
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0 100 200 300 400 500 600
Temperatura (ºC)
Perda de massa (%)
PVA filme
PVA/própolis 1/1
Própolis
Figura 4.16. Análise termogravimétrica dos filmes de PVA puro e adicionado de extrato de
própolis na proporção de 1/10.
Comparando-se as três curvas, observa-se que o perfil de degradação do filme
de PVA adicionado de própolis foi alterado, embora seja semelhante à do PVA. Como
os estágios de perda de massa ocorrem em temperaturas menores, pode-se dizer que os
filmes adicionados de própolis possuem menor estabilidade térmica.
4.2 Modificação superficial de membranas de OI
Membranas comerciais de osmose inversa (BW30, Filmtec/Dow) tiveram suas
características superficiais modificadas por deposição de uma fina camada de PVA,
contendo ou não os componentes da própolis. O principal objetivo foi aumentar a
resistência à adsorção de matéria orgânica e ao desenvolvimento de microorganismos,
através do aumento da hidrofilicidade e pela inclusão de componentes com
características anti-microbianas, respectivamente. A seguir, os principais resultados
obtidos são apresentados.
83
4.2.1 Propriedades de Transporte e Rejeição Salina
As membranas modificadas foram caracterizadas quanto a suas propriedades
de transporte, comparando com as propriedades das membranas originais. Neste
sentido, determinou-se a permeabilidade hidráulica para verificar o aumento da
resistência ao transporte introduzida pela camada depositada, assim como a rejeição
salina para verificar se o procedimento de modificação superficial acarretava em
defeitos na camada seletiva da membrana de osmose inversa.
Como as características de transporte das membranas se alteram quando
submetidas à pressão, antes dos testes de permeação, as membranas foram submetidas a
uma etapa de compactação, com água destilada, microfiltrada e desmineralizada,
mantendo a pressão no lado de alimentação em 30 bar, até a estabilização do fluxo
permeado.
A Figura 4.17 mostra, para a membrana original, o decaimento do fluxo em
função do tempo durante as quatro primeiras horas de operação.
50,0
60,0
70,0
80,0
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5 5
Tempo (h)
Fluxo (L/h.m
2
)
Figura 4.17. Compactação da membrana original (Filmtec – BW 30) durante a permeação
de água destilada na pressão de 30 bar.
84
Após a etapa de compactação, a permeabilidade hidráulica da membrana foi
obtida conforme procedimento descrito no Capítulo anterior. Nos processos com
membranas em que o gradiente de pressão é a força motriz para o transporte, o fluxo de
água pura pode ser descrito pela lei de Darcy e apresenta uma dependência linear com a
diferença de pressão através da membrana. O coeficiente angular da reta obtida
representa a permeabilidade hidráulica da membrana, normalmente expressa em
L/h.m
2
.bar.
A Figura 4.18 apresenta para a membrana original e para a membrana
modificada através do recobrimento com solução aquosa de PVA (1 e 0,1 %m/m) os
valores obtidos para o fluxo permeado de água pura em função da diferença de pressão
através da membrana. As membranas após o procedimento de recobrimento são
mantidas a 60ºC para promover a reticulação das cadeias de PVA e aumentar sua
resistência à dissolução em água. Para efeitos comparativos, a Figura 4.18 também
apresenta os resultados obtidos com a membrana original submetida ao mesmo
tratamento térmico das membranas modificadas.
y = 1,7125x
R
2
= 0,9934
y = 0,1674x
R
2
= 0,9992
y = 2,5951x
R
2
= 0,9905
y = 2,4608x
R
2
= 0,9899
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
0 5 10 15 20 25 30 35
Pressão (bar)
Fluxo (L/h.m
2
)
Original
Original estufa
Coberta PVA 0,1%
Coberta PVA 1,0%
Figura 4.18. Fluxo de água em função da diferença de pressão através da membrana de
poliamida original e recoberta. Ácido maleico foi utilizado como agente reticulante.
A permeabilidade hidráulica encontrada para a membrana original foi
aproximadamente 1,7 L/h.m
2
.bar, valor característico de membranas de OI. Para as
membranas cobertas com soluções de PVA (0,1 e 1 %m/m) reticulado com ácido
85
maleico, obteve-se valores de 2,6 e 0,2 L/h.m
2
.bar, respectivamente. O valor da
permeabilidade hidráulica foi superior ao da membrana original quando se utilizou a solução
menos concentrada para o recobrimento, o que pode ser atribuído ao surgimento de possíveis
defeitos na superfície da membrana durante a etapa de tratamento térmico para a reação de
reticulação. Com a utilização da solução mais concentrada esses defeitos devem ter sido
recobertos, já que houve uma queda brusca da permeabilidade. Para avaliar se a temperatura de
reticulação estaria afetando as propriedades da membrana, manteve-se a mesma em estufa a
60ºC por 24 horas, simulando as condições de reticulação do PVA. Após esse tempo, a
membrana foi analisada quanto à permeabilidade hidráulica, encontrando-se um valor
aproximado de 2,5 L/h.m
2
.bar, confirmando a hipótese anterior.
A rejeição salina das membranas foi calculada através da equação 3.1, após a
etapa inicial de compactação da membrana e utilizando, aproximadamente, 4 L de
solução a 2.000 mg/L de NaCl. A Tabela 4.3 mostra os resultados obtidos para as
membranas originais e recobertas.
Tabela 4.3. Rejeição salina da membrana original e das membranas reticuladas com ácido
maleico, após a etapa inicial de compactação.
Membrana
Pressão (ba) Rejeição (%)
10 98,8
20 98,4
Original (sem recobrimento)
30 98,5
10 51,0
20 55,2
Original mantida em estufa a 60ºC
30 59,3
10 31,6
20 27,7
Recoberta com PVA 0,1%m/m
30 32,3
10 96,8
20 98,3
Recoberta com PVA 1%m/m
30 98,5
Pode-se observar na Tabela 4.3 uma queda brusca da rejeição após a membrana
ter passado pelo processo de cobrimento com solução a 0,1% em PVA, o que confirma
a presença de defeitos na superfície da membrana.
86
Para evitar a formação de defeitos na camada seletiva da membrana, foi testado
o glutaraldeído como agente reticulante, de modo que as membranas pudessem passar
pela reação de reticulação a temperatura ambiente (FIGUEIREDO, 2008). A Figura
4.19 apresenta os resultados obtidos para o fluxo permeado de água pura em função da
diferença de pressão através da membrana. Para a permeabilidade hidráulica das
membranas cobertas com soluções aquosas de PVA 0,5 e 1 %m/m, utilizando-se
glutaraldeído como agente reticulante, foram encontrados valores de 0,6 e 0,8
L/h.m
2
.bar, respectivamente.
y = 1,7125x
R
2
= 0,9934
y = 0,6739x
R
2
= 0,9414
y = 0,8933x
R
2
= 0,996
0
10
20
30
40
50
60
0 5 10 15 20 25 30 35
Pressão (bar)
Fluxo (L/h.m
2
)
Original
Coberta PVA 0,5%
Coberta PVA 1,0%
Figura 4.19. Fluxo de água em função da diferença de pressão através da membrana
original e recobertas, utilizando-se glutaraldeído como reticulante.
A rejeição salina das membranas foi calculada conforme explicado
anteriormente. Os valores encontrados estão mostrados na
Tabela
4.4. Nesse caso, comparando-se os resultados encontrados para as
membranas originais com os resultados das membranas modificadas, a rejeição se
manteve praticamente constante, o que contribuiu para a escolha do glutaraldeído como
agente de reticulação do PVA nos demais testes experimentais.
87
Tabela 4.4. Rejeição salina das membranas recobertas com solução de PVA e reticuladas
com glutaraldeído.
Membrana Pressão (bar) Rejeição (%)
10 98,8
20 98,4
Original
30 98,5
10 98,9
20 99,5
Recoberta com PVA 0,5% m/m
30 99,8
10 98
20 98,5
Recoberta com PVA 1,0%m/m
30 98,9
Com o objetivo de se analisar a influência da própolis na formação do biofilme
na superfície da membrana, foram preparadas soluções de cobrimento com PVA e
extrato de própolis (EP) em diferentes proporções, contendo glutaraldeído como agente
reticulante. Os resultados da permeabilidade hidráulica dessas membranas estão
mostrados na Figura 4.20.
y = 1,7125x
R
2
= 0,9934
y = 0,8933x
R
2
= 0,996
y = 0,521x
R
2
= 0,9964
y = 0,6225x
R
2
= 0,9516
0
10
20
30
40
50
60
0 5 10 15 20 25 30 35
Pressão (bar)
Fluxo (L/h.m
2
)
Original
Coberta PVA 1,0%
Coberta PVA 1% (razão EP/PVA 1/2)
Coberta PVA 1% (razão EP/PVA 1/10)
Figura 4.20. Fluxo de água em função da diferença de pressão através das membranas
originais e recobertas com soluções de PVA e extrato de própolis (agente de reticulação:
glutaraldeído).
As membranas cobertas com solução de PVA 1% e com soluções de PVA e
extrato de própolis nas proporções 2/1 e 10/1, apresentaram menor permeabilidade
hidráulica (0,9; 0,6 e 0,5 L/h.m
2
.bar, respectivamente) que a membrana original (1,7
L/h.m
2
.bar) indicando que a solução de cobrimento se tornou uma barreira adicional ao
88
fluxo de água, embora não tenham afetado a rejeição salina, conforme mostrado na
Tabela 4.5.
Tabela 4.5. Rejeição salina das membranas originais e recobertas com solução de PVA
(concentração 1% m/m) e própolis, contendo glutaraldeído com agente reticulante.
Membrana Pressão (bar) Rejeição (%)
10 98,8
20 98,4
Original
30 98,5
10 98,0
20 98,5
Recoberta com PVA
30 98,9
10 98,0
20 93,9
Recoberta com PVA (PVA/EP 2/1)
30 92,9
10 97,1
20 97,2
Recoberta com PVA (PVA/EP 10/1)
30 97,1
Pode-se observar que não houve queda significativa da rejeição salina após o
cobrimento das membranas, indicando que a solução de cobrimento não causa prejuízo
efetivo a essa propriedade.
4.2.2 Propriedades Morfológicas e Superficiais
Com o objetivo de se avaliar a espessura da camada de recobrimento na
superfície das membranas, foram realizadas análises de microscopia eletrônica de
varredura. A Figura 4.21 mostra as fotomicrografias das superfícies e das seções
transversais das membranas cobertas e original, com aumento de 5000 vezes.
89
Membrana original. Superfície superior Membrana original. Seção transversal
(a) (b)
Membrana coberta. Superfície superior.
Solução de recobrimento: PVA/extrato
de própolis 10/1
Membrana coberta. Seção transversal.
Solução de recobrimento: PVA/extrato de
própolis 10/1
(c) (d)
Figura 4.21. Fotomicrografias da superfície superior e da seção transversal das
membranas BW-30 originais e cobertas. (a) Superfície superior da membrana original. (b)
Seção transversal da membrana original. (c). Superfície superior da membrana coberta.
(d). Seção transversal da membrana coberta.
As fotomicrografias das superfícies das membranas mostram ausência de
poros, caracterizando o material como denso. A seção transversal mostra macrovazios
digitiforme e poros, aparentemente, interconectados. Pode-se verificar que não houve
muita diferença entre as superfícies das membranas e a presença da camada de
recobrimento. Não foi possível a identificação da espessura dessa camada, pois de
acordo com a técnica de recobrimento utilizada, a deposição obtida deve ser de
espessura bem pequena e não homogênea.
90
4.2.3 Adsorção de Matéria Orgânica
Em geral, compostos orgânicos aderem fortemente a superfícies hidrofóbicas,
constituindo uma barreira a permeação e levando a necessidade freqüente de parada do
sistema de permeação para limpezas periódicas. Por outro lado, superfícies hidrofílicas
apresentam forte interação com a água, dificultando a adesão de moléculas orgânicas.
Neste sentido, foram realizados testes de adsorção de matéria orgânica e queda do fluxo
permeado, utilizando albumina de soro bovino (BSA) para a verificação da deposição
de matéria orgânica na superfície das membranas.
4.2.3.1
Adsorção de Albumina de Soro Bovino
Para a determinação da quantidade de BSA adsorvida, desenvolveu-se um
procedimento para extração da proteína aderida na superfície das membranas e, a partir
de uma solução, foi feita a quantificação através de medidas por espectrofotometria na
região de UV-visível a 280 nm. O valor da absorbância foi correlacionado à
concentração, observando-se a curva de calibração construída previamente a partir de
soluções diluídas.
A curva de calibração para a determinação da concentração de células foi
construída conforme procedimento descrito no capítulo anterior. A Figura 4.22 mostra a
curva de calibração obtida, representando-se as medidas da absorbância em relação à
concentração.
91
y = 10.292x
R
2
= 0.9852
0
0.2
0.4
0.6
0.8
1
1.2
0 0.02 0.04 0.06 0.08 0.1
Absorbância (280nm)
Concentração (g/L)
Figura 4.22 Curva de calibração para a determinação da concentração de BSA adsorvida
na superfície das amostras.
Dessa forma, para cada amostra de membrana investigada, após a extração da
matéria orgânica aderida em sua superfície e determinação da absorbância da solução
resultante, obteve-se a concentração de BSA aderida, através da curva de calibração.
Todos os experimentos foram realizados em triplicata. A Tabela 4.6 mostra os
resultados encontrados.
Tabela 4.6. Resultados de absorbância e concentração de BSA adsorvida na superfície da
membrana original e das membranas recobertas com soluções de PVA.
Membrana Abs Concentração
(g/L)
Concentração
superficial
(g/m
2
)
Desvio
Padrão
original
0,012 0,12 6,4 1,7
coberta com PVA 0,1%m/m 0,004 0,04 2,2 1,9
coberta com PVA 1,0% m/m 0,006 0,06 3,1 0,9
Pode-se observar pela Tabela 4.6 que todas as amostras apresentaram valores
de concentração superficial de proteína (g/cm
2
) menores que a membrana original, com
uma redução de aproximadamente 50% da concentração inicial de massa aderida à
membrana. Isso significa que a presença de PVA na superfície de membranas de
osmose inversa é eficaz para a prevenção da adesão de matéria orgânica.
92
4.2.3.2
Teste de Permeação
Para confirmar a resistência à deposição de matéria orgânica na superfície das
membranas, foram realizados testes de permeação, alimentando-se o sistema de OI com
uma solução de BSA 1g/L. O decaimento do fluxo permeado foi registrado durante 150
horas de teste e a variação percentual (fluxo inicial/fluxo após 150 h) foi utilizada para
quantificar o processo de deposição de matéria orgânica. A Figura 4.23 mostra os
resultados obtidos para o fluxo permeado normalizado (fluxo final/fluxo inicial) das
membranas originais e recobertas com PVA. Esses experimentos foram realizados
apenas com a membrana original e com as cobertas com PVA, pois se considera que a
própolis não influencia acentuadamente a deposição de matéria orgânica.
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
0 20 40 60 80 100 120 140 160
Tempo (h)
Fluxo Normalizado a
Membrana Original
Membrana coberta com PVA 1%
Membrana coberta PVA 0,1%
Figura 4.23. Fluxo permeado em função do tempo de operação para a membrana original
e membranas recobertas. Teste realizado com solução de BSA 1g/L na alimentação,
pressão de 30 bar e tempo de operação aproximado de 200 horas.
Pode-se observar que a membrana original apresentou maior queda do fluxo
após o tempo de operação, 76%, comparando com as membranas cobertas com soluções
a 0,1% e 1% de PVA, que apresentaram valores de queda de 45% e 55%,
respectivamente. Isso significa que a solução de PVA deixou as membranas mais
resistentes à deposição de matéria orgânica.
93
4.2.4 Formação do Biofilme
Para avaliar a resistência das membranas à formação de biofilme, foram
realizados experimentos de crescimento de microrganismo em suas superfícies. Após a
inoculação e cultivo do microrganismo e posterior crescimento do biofilme, as amostras
foram levadas à quantificação de biomassa aderida.
4.2.4.1 Quantificação: Contagem de Células Viáveis Aderidas
Com o objetivo de quantificar o processo de bioincrustação presente na
superfície da membrana, foram realizados testes de contagem de células viáveis. A
Tabela 4.7 mostra o resultado da redução na adesão de células na superfície da
membrana, expresso a partir da contagem de células viáveis encontradas nas membranas
recobertas com soluções de extrato de própolis/PVA e na membrana original.
Tabela 4.7. Redução de adesão nas membranas recobertas com solução de PVA e extrato
de própolis e na membrana original.
Membrana Redução na adesão (%) Desvio padrão
original ---- ----
Recoberta com PVA 1% 1,47 2,12
Recoberta com PVA/EP (razão 10/1) 0,92 2,02
Recoberta com PVA/EP (razão 2/1) 9,46 2,2
Recoberta com PVA/EP (razão 1/1) 5,68 0,62
Recoberta com PVA/EP (razão 1/10) 7,29 0,59
Pode-se observar que as membranas recobertas apresentaram menos células
aderidas, indicando que a solução de cobrimento fez com que as membranas
adquirissem maior resistência à formação de biofilme. Quanto à presença da própolis,
aparentemente, os resultados indicam uma tendência de redução na adesão de células
com aumento da quantidade de própolis na solução de cobrimento, indicando a
eficiência da própolis como agente anti-microbiano.
94
4.2.4.2
Microscopia eletrônica de varredura (MEV)
Com o objetivo de avaliar por análise de imagem a evolução do crescimento
microbiano, foram realizadas inspeções por microscopia eletrônica de varredura. A
Figura 4.24 mostra as fotomicrografias das superfícies das membranas originais e
recobertas com soluções PVA/extrato de própolis nas razões 2/1, 1/1 e 1/10. Pode-se
observar que as membranas recobertas apresentaram menor adesão de microrganismos
comparando-as com a membrana original, confirmando os resultados obtidos na
contagem de células viáveis.
(a) Membrana original (b) Membrana coberta PVA/EP 2/1
(c) Membrana coberta PVA/EP 1/1 (d) Membrana coberta EP/PVA 10/1
Figura 4.24. Fotomicrografias das membranas originais e recobertas com PVA/Extrato de
própolis. Magnitude 5000 vezes.
95
4.2.4.3
Microscopia de Epifluorescência
Para a observação das células viáveis aderidas, foi realizada microscopia de
epifluorescência das membranas originais e recobertas. A Figura 4.25 mostra os
resultados da análise para as membranas originais e recobertas com soluções de extrato
de própolis/PVA
(a) Membrana original (b) Membrana coberta PVA/EP 2/1
(c) Membrana coberta EP/PVA 1/1 (d) Membrana coberta EP/PVA 10/1
Figura 4.25 Resultados de epifluorescência das membranas originais e recobertas com
solução de extrato de própolis/PVA, após passarem pelos procedimentos de crescimento e
adesão de microrganismo.
Os resultados de epifluorescência mostram que as membranas cobertas com as
soluções de extrato de própolis apresentam um número muito menor de células viáveis
aderidas, mostrando a eficiência da própolis como antibiótico e corroborando com os
resultados de contagem de células viáveis e microscopia eletrônica de varredura.
96
4.2.4.4
Teste de permeação - Longa duração
Com o objetivo de se avaliar a resistência das membranas em operação quanto
à formação do biofilme foi realizado um teste de permeação de longa duração,
alimentando-se o sistema de osmose inversa com uma solução a 200 mg/L de levedura
(Saccharomises cerevisiae). O fluxo permeado foi registrado durante 150 horas de
operação e a variação percentual (fluxo inicial/fluxo após 150 horas) foi utilizada para
quantificar o processo de formação de biofilme.
A Figura 4.26 mostra os resultados obtidos para o fluxo permeado em função
do tempo de operação para as membranas analisadas.
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
0 25 50 75 100 125 150
Tempo (h)
Fluxo Normalizado a
Figura 4.26. Fluxo permeado em função do tempo de operação para membranas originais
e recobertas. (a) Membrana original. (b). Membrana recoberta com solução PVA/EP 1/10.
(c). Membrana recoberta com solução PVA/EP 1/1. Testes realizado com solução de
levedura 200mg/L e pressão de 30 bar.
Os resultados mostram que a solução de recobrimento contendo PVA/própolis
apresenta, nitidamente, uma maior resistência à formação do biofilme. Este fato ficou
evidente de acordo com os menores valores registrados para a redução do fluxo
permeado das membranas recobertas com soluções PVA/extrato de própolis, nas
a
b
c
97
proporções de 1/1 e 1/10, que foram de 3 e 26%, respectivamente, enquanto para a
membrana original, a queda do fluxo devido à bioincrustação chegou a 80% após 150
horas de operação.
De modo a se obter uma avaliação visual das membranas após o processo de
formação de bioincrustação, foram tiradas fotografias das superfícies das membranas
analisadas. A Figura 4.27 mostra a superfície das membranas originais e recobertas,
após terem sido submetidas ao teste de permeação de longa duração com solução de
alimentação de 200 mg/L de levedura. Pode-se observar que a membrana original
apresentou a superfície com uma coloração mais escura, confirmando a presença do
biofilme e indicando que a solução de recobrimento foi eficiente para evitar a formação
de bioincrustação.
Figura 4.27. Fotografias das membranas após terem sido submetidas ao teste de
permeação, por aproximadamente 150 horas, utilizando-se solução de levedura (200 mg/L)
na alimentação. (a) Membrana original. (b) Membrana coberta com solução extrato de
própolis/PVA na proporção 1/1.
(b) (a)
98
5 CONCLUSÕESESUGESTÕES
Neste capítulo são destacadas as principais conclusões obtidas no
decorrer da tese, assim como são apresentadas algumas sugestões para a posterior
continuidade deste trabalho.
5.1 Conclusões
De acordo com os objetivos propostos neste trabalho, foi realizado o preparo
de uma nova membrana de osmose inversa resistente às bioincrustações. Para tanto,
uma membrana comercial de poliamida foi recoberta com solução de poli(álcool
vinílico), tornando-se mais hidrofílica e ficando, portanto, mais resistente à deposição
de matéria orgânica. Com a introdução de um agente anti-microbiano natural, a
própolis, foi realizada a investigação das novas características de transporte e físico-
químicas adquiridas pela membrana, bem como foram feitos os testes de resistência à
formação de biofilme. Diante desse cenário, as principais conclusões obtidas com o
desenvolvimento desta tese foram:
i)
O poli(álcool vinílico) se mostrou um polímero promissor para o
recobrimento de membranas, pois por ser hidrofílico, reduz a tendência à deposição de
matéria orgânica na superfície das membranas;
ii)
A técnica de recobrimento deve ser aprimorada para permitir um melhor
controle da espessura, de modo que a mesma não afete em demasia as propriedades da
membrana;
iii)
As membranas recobertas com soluções mais concentradas de poli(álcool
vinílico) mostraram queda na permeabilidade hidráulica, indicando que a camada de
recobrimento se tornou uma barreira adicional para a permeação;
iv)
A utilização do ácido maleico como agente reticulante do PVA não
atingiu as expectativas, já que a temperatura da reação de reticulação, 60ºC, pode ter
causado a formação de rachaduras ou pequenos defeitos, acarretando em prejuízo às
propriedades de transporte das membranas;
99
v)
O glutaraldeído se mostrou viável como agente de reticulação do PVA,
pois a reação pôde ser realizada a temperatura ambiente; reduzindo, desse modo, o
efeito sobre a permeabilidade hidráulica da membrana;
vi)
A membrana coberta com solução de PVA 1% em água, reticulado com
glutaraldeído, apresentou boas propriedades de transporte e os melhores resultados
quanto à eficiência na redução da camada de deposição de orgânicos, segundo o teste de
permeação utilizando BSA na alimentação;
vii)
A rejeição salina das membranas cobertas, praticamente, não sofreu
alteração, indicando ser o processo de recobrimento, um excelente método de
modificação de membranas;
viii)
O uso da própolis como agente anti-microbiano adicionado à solução de
recobrimento apresentou excelentes resultados quanto à redução da formação de
biofilme na superfície das membranas;
ix)
É necessário aprofundar a caracterização dos filmes contendo
PVA/própolis para a melhor caracterização dos principais grupos presentes na própolis
verde, de modo a se obter um melhor entendimento da incorporação da própolis na
matriz do poli(álcool vinílico);
x)
A própolis é um material cuja composição envolve vários componentes
com diversos grupos químicos. Desta forma, as técnicas de caracterização devem ser
estudadas em conjunto, de modo a se obter resultados mais precisos;
xi)
A membrana coberta com solução de PVA e extrato de própolis na
proporção 1/10 (PVA/extrato de própolis) apresentou os melhores resultados em relação
à inibição da formação do biofilme;
xii)
Os resultados experimentais empregando a membrana coberta com
solução de PVA e própolis levam ao entendimento de que, quanto maior o teor de
própolis na solução de recobrimento, maior a resistência da membrana em relação às
bioincrustações.
xiii)
100
5.2 Sugestões
Os objetivos do presente trabalho foram alcançados de maneira bastante
promissora, possibilitando diversos aprofundamentos em futura investigação. Assim, as
sugestões para a continuação desta tese são:
i)
Aprimorar a técnica de modificação de membranas planas por
recobrimento, controlando a espessura da camada polimérica;
ii)
Investigar outras técnicas de modificação, como a polimerização na
superfície das membranas;
iii)
Estudar a modificação de membranas do tipo fibra oca, variando a
espessura da camada de recobrimento;
iv)
Caracterizar os grupos funcionais presentes na própolis verde por
cromatografia liquida e RMN;
v)
Testar novos solventes para a própolis bruta, de modo a buscar
informações adicionais sobre a posterior incorporação da própolis no polímero de
cobrimento;
vi)
Otimizar a proporção polímero de cobrimento/própolis, com o objetivo
de obter uma membrana com boas propriedades de transporte e resistente a
bioincrustações;
vii)
Investigar a resistência da própolis sobre outros microrganismos,
simulando condições operacionais;
viii)
Investigar o uso de novos agentes bactericidas, de modo a promover a
resistência à formação de biofilme.
101
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