( PDF ) Avaliação de qualidade do mel produzido na região dos campos gerais do Paraná

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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE PONTA GROSSA

Pro-Reitoria de Pesquisa e de Pós-Graduação

Programa de Pós-Graduação Stricto sensu

Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos

TAÍS VARGAS

AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DO MEL PRODUZIDO NA REGIÃO DOS

CAMPOS GERAIS DO PARANÁ

PONTA GROSSA

2006

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TAÍS VARGAS

AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DO MEL PRODUZIDO NA REGIÃO DOS

CAMPOS GERAIS DO PARANÁ

Dissertação apresentada como um dos requisitos

para a obtenção do título de mestre em Ciência e

Tecnologia de Alimentos.

Orientadora: Dra. Mareci Mendes de Almeida

PONTA GROSSA

2006

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DEDICATÓRIA

Às abelhas, exemplos de organização, trabalho e fidelidade,

que dão a vida pela segurança de seu grupo.

Aos verdadeiros apicultores e produtores rurais,

que apesar de todas as adversidades do clima, da política e da economia,

não desistem de amar a terra e a natureza.

AGRADECIMENTOS

À minha orientadora, Prof

. Dra. Mareci Mendes de Almeida,

pelo respeito e carinho com que orientou meus passos,

e pela paciência e confiança que teve comigo em meus momentos mais difíceis.

À minha família, que compartilhou comigo destes momentos difíceis

e foi a força e a razão pela qual vencemos.

A meu noivo, Vinicius, pela paciência e carinho

nas muitas vezes em que dele abdiquei em favor da pesquisa.

Às laboratoristas Denise e Danianni, Anjos da Guarda das atividades no laboratório,

que trabalham com amor e responsabilidade,

tornando simples aquilo que parecia quase impossível.

À Rita, pela dedicação em tornar o laboratório uma extensão de nossos lares.

Às estagiárias Keren Hapuque Pinheiro, Juliana Barboza de Moraes e

Ana Cláudia Penna Biscaia, sem as quais este trabalho não seria concluído a contento.

Às amigas e colegas Genoveva, Luciana, Krischina e Marli,

pela amizade e cumplicidade de todas as horas.

Aos demais colegas de laboratório, que traziam alegria aos longos dias de trabalho.

Ao Prof. Dr. Luís Antônio Esmerino,

pela orientação nas análises de atividade antimicrobiana.

Aos demais professores que colaboraram indiretamente com a pesquisa.

A cada um dos apicultores que cederam suas amostras para análise, conforme segue:

Sr. Jasson Geraldo da Silva, Sr. Jairo Siqueira, Sr. Elizeu Scheide, Sr. João Maria Staveski,

Sr. Pedro Luiz Schon, Sra. Tereza Machado dos Santos, Sr. Algacir Vidal Gerreiro,

Sr. Eberhard Husch, Sr. Júlio César Lago Iansen, Sr. Ivo Luis de Moraes,

Sr. Edimar Borges da Silva, Sr. Odair Rickli, Sr. João e Sra. Vanda Runecke,

Sr. Walter Scheibel, Sr. Orlando Scheibel, Sr. Gelasko (Campo Largo),

Sr. Fernando e Sra. Anita Haura, Sr. Edilberto Kluczkowski, Sr. Romualdo Siuta,

Sr. Benjamin Alves Ferreira, Sr. Sérgio Mendes Góes, Sr. Adair (Campo Largo),

Srs. Marcos e Sérgio Rossa, Sr. Levi Ponijalek, Sra. Roseni Agner, Sr. Vilson Krivcysky,

Sr. Carlos Fernando de Castro, Sr. Beroni, G. Rizzo, Sr. José Kutz, Sr. Osmar Scharan,

Srs. Abel e Josnei (Imbituva), Sr. Wendelino Nentwig, Sr. Helio Skiba, Sr. Joacyr Nichak,

Sr. Acipio R. Areia, Sr. Ivo Skiba, Sr. Fernando e Sra. Dirce (Ponta Grossa),

Sr. Elcio J. Colaço, Sr. Fernando José Oliveira, Sr. Rafael Panichek, Sr. Pedro Panicheck,

Sra. Simone Riffert, Sr. João Maria Vicente, Sra. Terezinha (Campo do Tenente),

Srs. Gelson e Adriano Vanin, Sr. Alvino Prado, Sr. Pedro Alcatrin,

Sr. Manoel de Jesus Prestes, Sr. Luis Coke, Apiário Franco e Águia Florestal.

Aos Sindicatos Rurais de São José da Boa Vista; Teixeira Soares, Imbituva, Lapa,

São José da Boa Vista, Ivaí, Arapoti, Rio Negro e Ponta Grossa e Telêmaco Borba;

Aos Escritório da Emater de Ponta Grossa, Campo Largo, Palmeira, Balsa Nova,

Jaguariaíva, Campo do Tenente, Piraí do Sul;

Às Prefeituras Municipais de Imbaú e Ventania;

Às Associações de Apicultores de Telêmaco Borba, de São José da Boa Vista

e dos Campos Gerais, em especial aos senhores Ernesto Kindl e Eberhard Husch;

e às pessoas que colaboraram com o contato com os apicultores e a obtenção das amostras,

em especial Joelma Kapp, de Palmeira e Célia Banach, de Ortigueira.

Ao Sr. Aiton Lourenço Moreto, que cedeu importantes informações e material bibliográfico.

Ao Apiário Franco, à Breyer e Cia e à Associação de Apicultores dos Campos Gerais,

que cederam imagens de suas unidades de beneficiamento de mel.

A todos que, direta ou indiretamente, colaboraram com o desenvolvimento da pesquisa.

E A DEUS, QUE NUNCA NOS ABANDONA

E SABE O QUE É MELHOR PARA CADA UM DE NÓS.

RESUMO

A apicultura é uma atividade de geração de benefícios sociais, econômicos e ecológicos. No

Paraná, os Campos Gerais dispõem de flora apícola diversificada e condições propícias à

criação de abelhas. Com o objetivo de contribuir para a caracterização da qualidade do mel

dos Campos Gerais do Paraná, foram avaliadas 80 amostras de méis produzidos na região, por

meio de análises físico-químicas (umidade, açúcares redutores, sacarose aparente, cinzas,

sólidos insolúveis, acidez, pH, índice de diastase, hidroximetilfurfural e cor), microbiológicas

(bolores e leveduras, coliformes totais e fecais e Salmonella sp) e de atividade antimicrobiana

(Escherichia coli e Staphylococcus aureus). Os resultados físico-químicos foram comparados

com os limites estabelecidos pela Instrução Normativa nº 11, de 20 de outubro de 2000.

Dezesseis amostras apresentaram resultados discordantes com a legislação, nos parâmetros de

umidade, sacarose, acidez, diastase e HMF. Os méis foram classificados quanto à origem

floral ou de melato e em 40% deles foi verificada a participação de melato. As análises

microbiológicas não são obrigatórias pela legislação, mas foram realizadas para avaliar a

qualidade higiênica dos méis. A análise de bolores e leveduras revelou um índice de 42% de

amostras com menos de 500 UFC/g e 20% com mais de 1500 UFC/g, sendo que as duas mais

contaminadas com bolores e leveduras apresentaram também a presença de coliformes totais,

no nível menor que 3 NMP/g. Nenhuma das amostras apresentou presença de coliformes

fecais e Salmonella sp e todas apresentaram atividade antimicrobiana frente a S. aureus e E.

coli, com maior inibição em S. aureus. Foram realizadas visitas a apicultores, verificando que

o mel é beneficiado em diferentes condições de higiene. A qualidade geral do mel foi

considerada boa, e a apicultura da região apresenta potencial para o desenvolvimento.

Palavras-chave: mel, “qualidade físico-química”, “qualidade microbiológica”, “atividade

antimicrobiana”.

ABSTRACT

The beekeeping is an activity that brings social, economic and ecologic benefits. In Paraná,

the Campos Gerais have apicultural vegetation diversified and good conditions to beekeeper.

With the purpose to contribute to the Campos Gerais of Paraná honey quality characterization,

it were evaluated 80 honey samples from this region, through physical-chemical (moisture,

reducing sugars, sucrose, ash, insoluble solids, acidity, pH, diastase, hydroxymethyfurfural

and color), microbiological (moulds and yeast, total coli forms and Salmonella sp.) and

antibacterial activity analysis (Escherichia coli e Staphylococcus aureus). The physical–

chemical results were compared to the established limits of Instrução Normativa nº 11, of

October 20, 2000. Sixteen samples showed disagreement to the legislation, in the parameters

of moisture, sucrose, acidity, diastase and HMF. The honeys were classified as floral or

honeydew, and 40% was identified as honeydew. The microbiological analysis are not

compulsory , but they were realized to evaluate the hygienic quality of the honeys. The mould

and yeasts analyze revealed 42% of samples with less than 500 CFU/g and 20% with more

than 1500 CFU/g. The more contaminated samples with moulds and yeast showed total

coliforms too (less than 3 MPN/g). No of them showed fecal coli forms and all showed

antibacterial activity at S. aureus and E. coli, with more activity at S. aureus. Some

beekeepers were visited and it was verified that they work with the honey in different

hygienic conditions. The general quality of honey was considered good, and the region

apiculture has potential to the development.

Key words: honey, “physical-chemical quality”, “microbiological quality”, “antibacterial

activity”.

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Campos Gerais do Paraná, segundo sua definição original....................................17

Figura 2 – Municípios dos Campos Gerais considerados neste estudo...................................18

Figura 3 – Dissacarídeos do mel. ............................................................................................30

Figura 4 – Trissacarídeos do mel.............................................................................................31

Figura 5 – Municípios de origem das amostras.......................................................................43

Figura 6 – Disposição gráfica da Tabela 8. .............................................................................46

Figura 7 – Disposição dos cilindros sobre a placa de ágar Muller-Hinton. ............................60

Figura 8 – Faixas de variação de umidade das amostras analisadas .......................................79

Figura 9 – Teores de umidade de acordo com origem floral de cada amostra........................80

Figura 10 – Variação dos teores de açúcares redutores nas amostras analisadas....................84

Figura 11 – Estimativas do desvio padrão na análise de açúcares redutores ..........................84

Figura 12 – Variação dos teores de sacarose aparente nas amostras analisadas .....................85

Figura 13 - Estimativas do desvio padrão na análise de sacarose aparente.............................85

Figura 14 - Açúcares redutores, sacarose aparente e origem floral das amostras. ..................87

Figura 15 - Variação dos teores de cinzas nas amostras analisadas........................................89

Figura 16 - Estimativas do desvio padrão na análise de cinzas...............................................89

Figura 17 – Teores de cinzas de acordo com origem floral de cada amostra..........................90

Figura 18 – Distribuição das amostras por teores de acidez....................................................91

Figura 19 - Estimativas do desvio padrão na análise de acidez...............................................91

Figura 20 – Teores de acidez de acordo com origem floral de cada amostra..........................92

Figura 21 – Distribuição das amostras por valores de pH.......................................................94

Figura 22 – Valores de pH de acordo com origem floral de cada amostra .............................94

Figura 23 – Cinzas e pH das amostras analisadas. ..................................................................95

Figura 24 - Variação dos teores de sólidos insolúveis nas amostras analisadas......................96

Figura 25 - Variação do índice de diastase (Unidades/g na escala Göthe)..............................97

Figura 26 - Estimativas do desvio padrão na análise do índice de diastase ............................98

Figura 27 –Índices de diastase de acordo com origem floral de cada amostra .......................98

Figura 28 – Distribuição seqüencial dos resultados de HMF................................................101

Figura 29 - Estimativas do desvio padrão na análise de HMF..............................................101

Figura 30 – Estrutura do HMF ..............................................................................................101

Figura 31 – HMF e açúcares redutores das amostras analisadas...........................................102

Figura 32 – Teores de HMF de acordo com origem floral de cada amostra.........................102

Figura 3 3 – Demonstrativo de cores entre as amostras analisadas.......................................105

Figura 34 – Distribuição das amostras por cores...................................................................105

Figura 35 – Comparação de tonalidade entre amostras líquida e cristalizada.......................106

Figura 36 – Coloração em mmPfund de acordo com origem floral de cada amostra ...........107

Figura 37 – Cinzas e cor das amostras analisadas.................................................................108

Figura 38 – Contagem de bolores e leveduras das amostras da micro-região 1....................113

Figura 39 – Contagem de bolores e leveduras das amostras das micro-regiões 2 e 3...........113

Figura 40 – Contagem de bolores e leveduras das amostras das micro-regiões 4 e 5...........114

Figura 41 – Placa com alta contagem de bolores e leveduras. ..............................................114

Figura 42 –Bolores e leveduras nos méis dos Campos Gerais..............................................115

Figura 43 – Atividade antimicrobiana das amostras de acordo com as floradas...................118

Figura 44 –Atividade antimicrobiana de amostras silvestres - micro-região 1.....................118

Figura 45 – Atividade antimicrobiana de amostras silvestres - micro-regiões 2 e 3.............119

Figura 46 – Atividade antimicrobiana de amostras silvestres - micro-regiões 4 e 5.............119

Figura 47 – Halos de inibição de amostras de mel (S. aureus). ............................................120

Figura 48 – Lavagem e secagem das embalagens – Entreposto de Mel Breyer....................127

Figura 49 – Tambores para exportação de mel – Entreposto de Mel Breyer........................127

Figura 50 – Fachada da unidade de beneficiamento - Apiário Franco..................................127

Figura 51 - Sala de recebimento das melgueiras – Apiário Franco.......................................128

Figura 52 – Centrífuga e mesa de desoperculação - Apiário Franco.....................................128

Figura 53 – Controle da higiene e da umidade relativa do ar – Apiário Franco. ..................128

Figura 54 –Mecanismo de envase - Apiário Franco..............................................................129

Figura 55 – Detalhe das janelas com tela e escape abelha – Apiário Franco........................129

Figura 56 – Disposição correta das melgueiras após a extração do mel – área externa –

Apiário Franco..................................................................................................129

Figura 57 – Decristalização do mel em tanque com temperatura controlada – AACG. .......130

Figura 58 – Decantadores e envase do mel – AACG............................................................130

Figura 59 – Mel envasado, rotulado e lacrado – AACG. ......................................................130

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 – Produção de mel no Paraná....................................................................................21

Tabela 2 – Exportação de mel pelo Paraná e Brasil, 2000 a 2002. .........................................21

Tabela 3 – Importação de mel pelo Paraná e Brasil, 2000 a 2001. .........................................22

Tabela 4 – Composição típica do mel. ....................................................................................27

Tabela 5 – Listagem de di e trissacarídeos do mel..................................................................29

Tabela 6 – Composição de carboidratos de méis de diferentes origens..................................32

Tabela 7 – Especificações físico-químicas estabelecidas pela legislação brasileira para

análise de mel. ....................................................................................................35

Tabela 8 – Correspondência entre o índice de refração e a umidade do mel ..........................45

Tabela 9 – Resultados das análises realizadas.........................................................................62

Tabela 10 – Estatística descritiva ............................................................................................78

Tabela 11 – Comparação de resultados de umidade entre os métodos refratométrico e

gravimétrico........................................................................................................83

Tabela 12 – Padrões nacionais e internacionais para açúcares redutores e sacarose

aparente...............................................................................................................86

Tabela 13 – Comparação de resultados entre méis florais e de melato.................................112

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO.....................................................................................................................15

2 OBJETIVOS..........................................................................................................................16

2.1 OBJETIVO GERAL...........................................................................................................16

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .............................................................................................16

3 REVISÃO DA LITERATURA.............................................................................................17

3.1 OS CAMPOS GERAIS DO PARANÁ..............................................................................17

3.2 PRODUÇÃO DE MEL – PARANÁ, BRASIL E MUNDO ..............................................19

3.3 A APICULTURA AO LONGO DO TEMPO....................................................................22

3.4 ORIGEM E CLASSIFICAÇÃO DO MEL ........................................................................24

3.5 COMPOSIÇÃO QUÍMICA E PROPRIEDADES .............................................................27

3.6 PADRÕES DE QUALIDADE DO MEL...........................................................................34

3.6.1 Qualidade físico-química.................................................................34

3.6.2 Qualidade microbiológica................................................................37

3.7 ATIVIDADE ANTIMICROBIANA E PROPRIEDADES FUNCIONAIS ......................39

4. MATERIAIS E MÉTODOS.................................................................................................41

4.1 MATERIAIS ......................................................................................................................41

4.2 MÉTODOS.........................................................................................................................44

4.2.1 Análises físico-químicas..................................................................44

4.2.1.1 Umidade .......................................................................................44

4.2.1.2 Açúcares redutores e sacarose aparente........................................46

4.2.1.3 Sólidos insolúveis.........................................................................50

4.2.1.4 Cinzas ...........................................................................................50

4.2.1.5 pH e acidez ...................................................................................51

4.2.1.6 Índice de diastase..........................................................................52

4.2.1.7 Hidroximetilfurfural (HMF).........................................................54

4.2.1.8 Cor ................................................................................................55

4.2.1.9 Classificação em mel floral ou mel de melato..............................56

4.2.2 Análises microbiológicas.................................................................56

4.2.2.1 Contagem de bolores e leveduras.................................................56

4.2.2.2 Número mais provável de coliformes totais e fecais....................57

4.2.2.3 Pesquisa de Salmonella sp............................................................58

4.2.3 Análise da atividade antimicrobiana................................................59

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO ..........................................................................................61

5.1 ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS......................................................................................79

5.1.1 Umidade ..........................................................................................79

5.1.2 Açúcares redutores e sacarose aparente...........................................84

5.1.3 Cinzas ..............................................................................................88

5.1.4 Acidez..............................................................................................91

5.1.5 pH ....................................................................................................93

5.1.6 Sólidos insolúveis............................................................................96

5.1.7 Índice de diastase.............................................................................97

5.1.8 HMF ..............................................................................................100

5.1.9 Cor ................................................................................................105

5.1.10 Classificação em mel floral ou mel de melato.............................109

5.2 ANÁLISES MICROBIOLÓGICAS ................................................................................113

5.3 ATIVIDADE ANTIMICROBIANA................................................................................118

5.4 VERIFICAÇÃO IN LOCO DAS CONDIÇÕES DE BENEFICIAMENTO DO MEL DOS

CAMPOS GERAIS ................................................................................................................125

6 CONSIDERAÇÕES FINAIS......................................................................................132

7 CONCLUSÕES..............................................................................................................135

REFERÊNCIAS.................................................................................................................137

1 INTRODUÇÃO

A apicultura no Brasil está deixando de ser artesanal e voltada apenas ao mercado

interno, para tornar-se empresarial, tecnificada e produtiva. A profissionalização da atividade

ocorreu apenas nos últimos anos. A partir de 2001, devido a problemas sanitários nos apiários

da China e Argentina (os maiores produtores mundiais), apicultores brasileiros

experimentaram com sucesso a exportação de seus produtos e passaram a aplicar técnicas

mais apuradas de trato com as abelhas e manipulação do mel. A legislação também foi

aperfeiçoada através da Instrução Normativa 11, de 20 de outubro de 2000, que estabeleceu

novos critérios de identidade e qualidade do mel, bem como suas metodologias de análise.

A apicultura tem se destacado como uma atividade de benefícios sociais, econômicos e

ecológicos. Em todo o país, milhares de empregos são gerados nos serviços de manejo das

abelhas, fabricação e comércio de equipamentos, beneficiamento dos produtos e polinização

de culturas agrícolas.

Apesar da abundante e diversificada flora brasileira e da rusticidade das abelhas

africanizadas representarem potencial para a obtenção de mel e derivados de excelente

qualidade, a apicultura ainda tem muito a se desenvolver no país, e pouco se sabe sobre as

propriedades e características de nossos produtos. Assim, importante se faz o diagnóstico da

qualidade do mel brasileiro, de forma a direcionar atividades de apoio e desenvolvimento.

Propõe-se neste estudo avaliar a qualidade do mel produzido nos Campos Gerais do

Paraná, região de destaque na apicultura do país, de maneira a fornecer subsídios para

programas e medidas de incremento da atividade.

2 OBJETIVOS

2.1 OBJETIVO GERAL

Contribuir para a caracterização do perfil de qualidade do mel produzido nos Campos Gerais

do Paraná.

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

• Analisar as amostras de mel quanto a seus parâmetros físico-químicos e microbiológicos;

• Discriminar as amostras entre florais e de melato, segundo o método de Kirkwood;

• Avaliar os resultados obtidos , comparando com os limites estabelecidos pela legislação;

• Verificar a atividade antimicrobiana das amostras de méis;

• Verificar in loco as condições de produção e beneficiamento de mel dos Campos Gerais.

3 REVISÃO DA LITERATURA

3.1 OS CAMPOS GERAIS DO PARANÁ

Os Campos Gerais do Paraná (Figura 1) formam um conjunto de áreas de campos

limpos, matas galerias e capões isolados de floresta ombrófila mista, onde aparece o pinheiro

araucária. A região é limitada à área de ocorrência desta vegetação, situada sobre o Segundo

Planalto Paranaense, a oeste da Escarpa Devoniana, que separa o Primeiro do Segundo

Planalto (DICIONÁRIO..., 2005; MELO, 2003).

Figura 1 - Campos Gerais do Paraná, segundo sua definição original.

Fonte: MELO, 2003.

1: Escarpa da Serra Geral;

2: Escarpa Devoniana;

3: Extensão original dos campos naturais no Segundo Planalto Paranaense.

A identidade histórica e cultural dos Campos Gerais tem origem no tropeirismo, que

utilizou a região como rota de passagem de tropas de muares e gado de abate provenientes do

Rio Grande do Sul para São Paulo e Minas Gerais, desde o século XVIII até meados do

século XX. Os tropeiros, em sua maioria de origem gaúcha, exerceram grande influência na

cultura e costumes da população dos Campos Gerais do Paraná, que preserva muitos dos

hábitos herdados (DICIONÁRIO..., 2005; MELO, 2003; PEDROSO, 2001).

Além das características geográficas, para a delimitação dos municípios pertencentes

aos Campos Gerais, é necessário levar em consideração fatores históricos, econômicos,

políticos e de identidade regional. Para fins deste estudo, foram considerados pertencentes aos

Campos Gerais os municípios apresentados na Figura 2, incluindo Imbituva, citado por Melo

(2003) como pertencente aos Campos Gerais do Paraná.

Figura 2 – Municípios dos Campos Gerais considerados neste estudo.

Fonte: DICIONÁRIO..., 2005.

Imbituva

A flora apícola é abundante e diversificada nos Campos Gerais. A região possui

formações campestres e florestais associadas, que podem ser divididas em campos, várzeas,

cerrado, capões, matas de galeria e bosques mistos de araucária. Nestas formações, destacam-

se como plantas apícolas, dentre muitas outras: maria-mole (Senecio brasiliensis), carqueja

(Caesalpinia multie) e assa-peixe (Vermonia sp.) nos campos secos e a corticeira-do-banhado

(Erythrina crista-galli) nos campos úmidos; barbatimão (Stryphnodendron adstringens),

marmeleiro-do-campo (Austroplenchkia populnea) e pequi (Caryocar brasiliense) nos

cerrados (municípios de Jaguariaíva e Sengés e nos parques estaduais do Guartelá e de Vila

Velha); aroeira (Lithraea molleoides) e aroeira-vermelha (Schinus terebinthifolius) nos

capões; açoita-cavalo (Luehea divaricata), angico-branco (Piptadenia comunis), ingá (Inga

uruguensis), cambuí (Myrcia multiflora, M. arborescens), aroeira –vermelha, laranjeira-do-

mato (Actinostemon concolor) nas matas de galeria; erva-mate (Ilex paraguariensis),

bracatinga (Minosa scabrella) e canela-guaiacá (Ocotea puberula) nos bosques mistos de

araucárias (ALZUGARAY; ALZUGARAY, 1986; MELO, 2003; PLANTAS..., 2005).

3.2 PRODUÇÃO DE MEL – PARANÁ, BRASIL E MUNDO

Há diversos tipos de méis no mundo, produzidos principalmente pelas abelhas do

gênero Apis: a Apis mellifera (Europa, África e Oriente Médio), Apis cerana (a abelha de

colméia, nativa do sul da Ásia), Apis dorsata e Apis florea (que têm como ninho um favo

único ao ar livre, nativas dos trópicos da Ásia). Mas há outras espécies que produzem tipos

diferentes de mel, como as abelhas sem ferrão (meliponídeos, nos trópicos de todos os

continentes), que somam cerca de 500 espécies ao todo. Há também espécies de vespas na

América do Sul tropical e formigas em algumas áreas secas da Austrália e América do Norte

que produzem mel, mas não produzem cera (CRANE, 1983, 1996, 2004). No entanto, o

estudo em questão e os dados a seguir referem-se apenas ao mel produzido por Apis mellifera.

Dados de 2001 indicam que a produção mundial de mel situa-se em torno de um

milhão e duzentas mil toneladas. Os maiores produtores são China, Estados Unidos e

Argentina. O Brasil destaca-se com uma produção de aproximadamente 22 mil toneladas,

sendo que em 2001, a região Sul produziu 12.745 toneladas. O Paraná, com 2.925 toneladas,

foi o terceiro maior estado produtor brasileiro, antecedido por Santa Catarina e Rio Grande do

Sul (ANDRADE E SILVA, 2003).

O Paraná dispõe de variada vegetação natural e cultivada, de boa qualidade floral e

melífera, propícia para o desenvolvimento da apicultura como fonte de renda do produtor

rural. Segundo o Censo Agropecuário de 1995/96, há mais de 23 mil apicultores e 273 mil

colméias instaladas no território paranaense (média de 11,5 colméias por apicultor,

produzindo cerca de 10 Kg de mel por colméia por ano) (ANDRADE E SILVA, 2003).

Conforme apresentado na Tabela 1, segundo a Secretaria de Estado de Agricultura e

do Abastecimento, a produção estadual de mel em 2001/02 foi de 3.826 toneladas, sendo que

o núcleo regional de Ponta Grossa posicionou-se em 1º lugar, com 21% da produção de todo o

Estado. Desta forma, o núcleo regional de Ponta Grossa, envolvendo os municípios de Castro,

Piraí do Sul, Arapoti, Jaguariaíva, Sengés, Ortigueira, Palmeira, Porto Amazonas, São João do

Triunfo, Carambeí, Ipiranga, Ivaí, Ponta Grossa, Imbaú, Reserva, Telêmaco Borba, Tibagi e

Ventania, desempenha importante papel na produção apícola nacional, com quase 4% do total

de mel do Brasil. Apesar disso, o associativismo na região ainda é pouco desenvolvido, e

poucos são os dados sobre a qualidade do mel produzido e comercializado, demonstrando que

este é um mercado que tem ainda muito a crescer e se desenvolver.

Tabela 1 – Produção de mel no Paraná.

Núcleo Regional Produção de Mel (Kg) Participação % Posicionamento

Ponta Grossa 805.800 21,0 1

Curitiba 399.700 10,4 2

Guarapuava 395.160 10,3 3

Irati 310.500 8,1 4

Francisco Beltrão 302.100 7,9 5

União da Vitória 296.000 7,7 6

Cascavel 236.875 6,2 7

Jacarezinho 233.050 6,1 8

Pato Branco 205.600 5,3 9

Laranjeiras do Sul 139.700 3,7 10

Umuarama 133.930 3,5 11

Toledo 96.487 2,5 12

Ivaiporã 61.390 1,6 13

Campo Mourão 50.970 1,3 14

Cornélio Procópio 47.100 1,2 15

Maringá 35.500 1,0 16

Paranavaí 34.260 1,0 17

Apucarana 17.720 0,5 18

Londrina 17.580 0,5 19

Paranaguá 7.000 0,2 20

Total 3.826.422 100

Fonte: SEAB/DERAL/DEB – FPM/VBP – 2001/02, apud Andrade e Silva, 2003, p. 8.

O Brasil em 2002 exportou 12.640.487 Kg de mel, 5 vezes mais do que em 2001. O

preço médio do quilograma em 2002 ficou em US$ 1,83, cerca de 62% acima do valor de

2001. Como mostra a Tabela 2, o Estado do Paraná em 2002 exportou 848.659 Kg de mel, 6,9

vezes mais que o volume de 2001, também com um aumento do preço médio por quilograma.

Tendo como base os dados de exportação de mel em 2002, o Paraná destacou-se em 4º lugar,

antecedido pelo Ceará, Santa Catarina e São Paulo (ANDRADE E SILVA, 2003). Mesmo

com o aumento da produção e dos volumes de exportação, ainda há uma grande demanda de

mel pelo mercado interno, abrindo perspectivas de crescimento (Tabela 3).

Tabela 2 – Exportação de mel pelo Paraná e Brasil, 2000 a 2002.

Paraná Brasil

Ano Kg Preço Médio

(U$/Kg)

Kg Preço Médio

(U$/Kg)

2000 51 4,78 268.904 1,23

2001 122.896 1,19 2.488.671 1,13

2002 848.659 1,98 12.640.487 1,83

Fonte: MDIC/SECEX (Sistema Aliceweb – set/03) apud Andrade e Silva, 2003, p. 9.

Tabela 3 – Importação de mel pelo Paraná e Brasil, 2000 a 2001.

Paraná Brasil

Ano Kg Preço Médio

(U$/Kg)

Kg Preço Médio

(U$/Kg)

2000 34.020 2,61 287.243 1,94

2001 15.480 2,58 254.006 1,63

2002 17.280 2,10 49.698 1,63

Fonte: MDIC/SECEX (Sistema Aliceweb – set/03) apud Andrade e Silva, 2003, p. 9.

A procura por produtos naturais, sem contaminações, coloca o Brasil em situação

privilegiada de fornecimento de produtos apícolas no mercado nacional e internacional, tendo

por base a biodiversidade de nossa flora, a rusticidade de nossas abelhas e as características

do nosso clima (SEBRAE/RN, 2004). Deste modo, importante se faz o aperfeiçoamento da

apicultura, em relação à produção e manipulação do mel e derivados.

3.3 A APICULTURA AO LONGO DO TEMPO

Conhecido desde a antiguidade, o mel foi durante muito tempo o único edulcorante

usado pelo homem, até ser substituído gradualmente por açúcares refinados manufaturados,

como os extraídos da cana de açúcar e da beterraba (COUTO; COUTO, 1996; O MEL...,

2003; PEREIRA et al. 2005).

O homem usava o mel de muitos modos: como alimento, medicamento e oferenda aos

deuses. No Antigo Egito o mel era ofertado em cerimônias religiosas e quando os israelitas

presenteavam os produtos de suas primeiras colheitas a Deus, incluíam o mel. Como

medicamento, papiros egípcios de cerca de 1500 a.C. citam o mel em centenas de prescrições

para uso externo e interno. Na Babilônia e na Grécia Antiga, o mel também era usado para

conservar o corpo de reis ou generais mortos em batalha, até que pudessem ser transportados

para o funeral (CRANE, 1996; MOLAN, 1996; O MEL..., 2003; SATO; MIYATA, 2000).

Já nas civilizações antigas, eram diferenciados os méis de diferentes plantas ou

regiões. O comércio exterior também começou cedo; o Antigo Egito importava mel de várias

regiões, como a Ásia Menor, Síria, Rodes e Grécia (CRANE, 1983, 1996, 2004; MOLAN,

1996).

Colméias já eram usadas no Egito em cerca de 2400

a.C e na Mesopotâmia, em cerca

de 700 a.C. A variedade de materiais utilizados era grande. Uma das colméias mais primitivas

já encontradas era feita de barro, palha e estrume de vaca. Apesar de os egípcios serem

considerados os pioneiros na criação de abelhas, a palavra colméia vem do grego, pois os

enxames eram abrigados em recipientes de palha trançada chamada de “colmo”. Somente em

1851, na Filadélfia (EUA), o Reverendo Lorenzo Lorain Langstroth descobriu o espaço

abelha e desenvolveu uma colméia com quadros móveis, considerada padrão e utilizada hoje

em todo o mundo (CRANE, 1983, 1996, 2004; PEREIRA et al. 2005; UM BREVE..., 2005).

Na Idade Média, o mel era alimento tão importante para a subsistência que há registros

de testamentos destinando colméias com abelhas a pessoas da família ou para a Igreja. O

roubo de colméias poderia ser punido com a morte. O mel e o açúcar eram produtos

valiosíssimos (CRANE, 1983; PEREIRA et al. 2005).

Durante o século XVIII, foi demonstrado que o néctar é produzido nos nectários das

flores e os estudos sobre os produtos apícolas tornaram-se mais comuns. Somente após 1800

foi descoberto que os açúcares do mel são diferentes dos do néctar (CRANE, 1996, 2004).

Não havia abelhas melíferas nativas em parte alguma das Américas e Oceania, apenas abelhas

sem ferrão e vespas sociais que armazenavam mel (CRANE, 1983). As abelhas da espécie

Apis mellifera foram trazidas da Europa ao Brasil em 1840, pelo Padre Antônio Carneiro, e

até pouco tempo eram criadas no fundo do quintal, em poucas colméias, junto a outros

animais (COUTO; COUTO, 1996; CRANE, 1983; O MEL..., [200-]; PEREIRA et al., 2005;

UM POUCO... , 2005). Em meados de 1950, a apicultura enfrentou sérios problemas de

sanidade, com o surgimento de doenças e pragas (nosemose, acariose e cria pútrida européia)

que dizimaram cerca de 80% das colméias do país e diminuíram drasticamente a produção

apícola. Em 1956, o professor Warwick Estevan Kerr foi à África, com apoio do Ministério

da Agricultura, com a incumbência de selecionar rainhas de colméias africanas produtivas e

resistentes a doenças. Em 1957, 49 rainhas foram levadas ao apiário experimental de Rio

Claro para serem testadas. Entretanto, 26 das colméias africanas enxamearam 45 dias após a

introdução, misturando-se com as abelhas européias. A liberação dessas abelhas muito

produtivas, porém muito agressivas, criou um grande problema para o Brasil. As "abelhas

assassinas" eram consideradas pragas da apicultura e começaram a surgir campanhas para a

sua erradicação, não só dos apiários, mas também das matas, com a aplicação de inseticidas

em todo o país. Na verdade, o que acontecia era uma completa inadequação da forma de

criação e manejo das abelhas africanas, que em conjunto com a maior agressividade,

facilitavam o ataque e os acidentes. Com isso, muitos produtores considerados amadores

abandonaram a atividade e os que permaneceram tiveram que se adaptar as novas técnicas de

manejo (PEREIRA et al., 2005; LAVIGNE, 1972 apud GUARIENTI, 1990). Hoje, as abelhas

africanizadas são consideradas as responsáveis pelo desenvolvimento apícola do país. Graças

à sua resistência, as várias pragas e doenças que assolam a atividade em todo o mundo não

têm acarretado impacto econômico no Brasil (PEREIRA et al., 2005).

3.4 ORIGEM E CLASSIFICAÇÃO DO MEL

Entende-se por mel o produto alimentício produzido pelas abelhas melíferas a partir do

néctar das flores ou das secreções procedentes de partes vivas de plantas ou de excreções de

insetos sugadores de plantas que ficam sobre partes vivas de plantas, que as abelhas recolhem,

transformam, combinam com substâncias específicas próprias, armazenam e deixam maturar

nos favos da colméia. A maior parte do mel do mundo provém do néctar (BRASIL, 2000;

CRANE, 1983; SATO; MIYATA, 2000).

O açúcar natural que se encontra na seiva das plantas é a sacarose, constituída por

glicose e frutose. Estes açúcares são segregados pelos nectários da flor sob a forma de néctar:

uma solução de açúcar e água. Os nectários não são simples orifícios da planta que permitem

a libertação da seiva; são órgãos ativos que selecionam na seiva as substâncias que irão ser

segregadas, e em algumas espécies, a sacarose é parcial ou mesmo totalmente decomposta em

monossacarídeos antes de ser segregada. Portanto, o néctar pode ter sacarose pura, uma

mistura de sacarose, glicose e frutose ou apenas glicose e frutose (CRANE, 1983; HOOPER,

1976).

A composição e quantidade de néctar segregado variam: (a) entre flores de diferentes

espécies; (b) entre flores da mesma espécie floral, conforme os diferentes habitats; (c) na

mesma planta, conforme as condições do meio. Algumas plantas sofrem mais do que outras

com os efeitos da seca; o tempo frio ou muito quente reduz as quantidades de néctar. A chuva

pode diluir o néctar, enquanto o sol e o vento podem desidratá-lo, fazendo aumentar a

concentração de açúcar. Todos estes fatores afetam a quantidade de mel que uma colônia é

capaz de reunir e armazenar (HOOPER, 1976).

Além dos açúcares, os néctares apresentam ainda dextrina, gomas e pequenas

quantidades de matérias nitrogenadas ou fosforadas. Contêm também pequenas quantidades

de minerais, ácidos orgânicos, vitaminas, pigmentos e substâncias aromáticas. O conteúdo de

cinzas situa-se abaixo de 0,5%. A maior parte dos néctares são ácidos (pH 2,7 – 6,4), mas

alguns podem ser alcalinos (pH até 9,1). O conteúdo de vitaminas é baixo, sendo encontradas

no néctar: tiamina , riboflavina, piridoxina, ácido nicotínico, ácido pantotênico, ácido fólico,

biotina e ácido ascórbico, a única vitamina encontrada em quantidades apreciáveis no néctar e

mel (CRANE, 1983).

O néctar é a matéria-prima para a produção de méis florais, que podem ser

monoflorais, quando o néctar é coletado de uma única espécie vegetal; poliflorais, se mais de

uma espécie de planta contribui com o néctar; silvestre, se produzido a partir de diversas

espécies nativas. Os méis florais são caracterizados por análise microscópica que identifica e

quantifica os grãos de pólen (ANDRADE E SILVA, 2003; COUTO; COUTO, 1996;

MOREIRA; DE MARIA, 2001).

O néctar, pela sua constituição, é meio ótimo ao desenvolvimento dos

microrganismos; porém, após se transformar em mel, adquire condições adversas à

multiplicação bacteriana (CRANE, 1983).

O mel de melato é obtido a partir de secreções das partes vivas das plantas ou de

excreções de insetos sugadores de plantas (BRASIL, 2000). Os méis de melato são

classificados em 2 tipos: aqueles sujeitos à granulação e os que não sofrem granulação, ricos

em melezitose e erlose (Figura 4), respectivamente (COUTO; COUTO, 1996; CRANE,

1983). O conteúdo de melezitose pode ser um parâmetro de caracterização de méis de melato

(DA COSTA LEITE et al., 2000; MOREIRA; DE MARIA, 2001).

O melato pode ser obtido do caule da bracatinga (Mimosa scabrella) e do ingá (Inga

uruguensis) (CAMPOS et al., 2003) e difere do néctar nas suas composições por conter

enzimas derivadas das secreções das glândulas salivares e do intestino de insetos sugadores de

plantas. A quantidade de nitrogênio do melato (0,2 – 1,0% da matéria seca) é maior do que no

néctar, e 70 – 90% dele apresenta-se sob a forma de aminoácidos. Possui mais cinzas, mais

sacarose, menos açúcares redutores e maior valor de pH do que o mel floral. Apresenta ainda

menor teor de glicose, razão pela qual usualmente não cristaliza. O melato contém também

ácidos orgânicos, especialmente o cítrico. Como no néctar, os carboidratos compreendem 90 –

95% dos sólidos, e geralmente consistem de vários açúcares, incluindo alguns que não estão

presentes na seiva do floema, mas que são sintetizados pela ação de enzimas do organismo

dos insetos, o que pode permitir ao mel de melato ser identificado como tal (COUTO;

COUTO, 1996; CRANE, 1983).

3.5 COMPOSIÇÃO QUÍMICA E PROPRIEDADES

O mel contém uma mistura complexa de carboidratos, enzimas, aminoácidos, ácidos,

minerais, substâncias aromáticas, vitaminas, pigmentos, cera e grãos de pólen. Ao todo, já

foram encontradas mais de 180 substâncias em diferentes tipos de mel (CRANE, 1983, 1996;

WHITE, 1979). Sua composição, cor, aroma e sabor podem ser bastante variados,

dependendo principalmente das floradas, das regiões geográficas e das condições climáticas.

A Tabela 4 apresenta a composição típica do mel:

Tabela 4 – Composição típica do mel.

Fonte: NATIONAL HONEY BOARD, 2004.

Os valores citados na Tabela 4 também foram obtidos por Sodré; Marchini e Carvalho

(2002) para umidade, proteínas, pH, acidez, açúcares redutores, sacarose e minerais, em

amostras de méis do litoral da Bahia. Estão de acordo também com o resultados obtidos por

Marchini; Moreti e Silveira Neto (2003) para minerais, proteínas, pH, sacarose, frutose e

glicose, em méis de eucalipto de São Paulo. Méis do Paraná, Pernambuco, São Paulo e Santa

Catarina analisados por Stonoga e Freitas (1991) apresentaram relações frutose/glicose

semelhantes às da Tabela 4.

Média Faixa de variação Desvio padrão

Taxa Frutose/Glicose 1,23 0,76 – 1,86 0,126

Frutose (%) 38,38 30,91 – 44,26 1,77

Glicose (%) 30,31 22,89 – 40,75 3,04

Minerais (%) 0,169 0,020 – 1,028 0,15

Umidade (%) 17,2 13,4 – 22,9 1,46

Açúcares redutores (%) 76,75 61,39 – 83,72 2,76

Sacarose (%) 1,31 0,25 – 7,57 0,87

pH 3,91 3,42 – 6,10 ---

Acidez total (meq/kg) 29,12 8,68 – 59,49 10,33

Proteína (mg/100g) 168,6

(0,1686%)

57,7 – 567

0,0577 – 0,567%

70,9

A fração monossacarídica do mel é composta basicamente de frutose e glicose, numa

proporção que varia de 27,5% a 40% para a glicose e de 36,2% a 49,6% para a frutose, de

acordo com florada. Já os méis de melato são pobres em ambas as hexoses, apresentando

valores de cerca de 26% de glicose e 34% de frutose (MOREIRA; DE MARIA, 2001).

A glicose é responsável pela cristalização do mel, cuja tendência pode ser estimada

pela relação G/A (glicose/água). O maior problema relacionado com a cristalização é o

aumento da atividade de água, que permite o desenvolvimento das células de leveduras

osmofílicas (presentes naturalmente no mel) e a fermentação do produto, com aumento da

acidez (MOREIRA; DE MARIA, 2001, ZAMORA; CHIRIFE, 2006). A glicose pode ainda

fornecer acidez ao mel pela ação da enzima glucose-oxidase, com formação de ácido

glucônico, que constitui 70 a 90% dos ácidos orgânicos do mel. Pela ação desta enzima se

obtém também peróxido de hidrogênio. Além da frutose e da glicose, a presença de D-

galactose, em quantidades traços, também já foi relatada em amostras de mel. Porém, na sua

forma livre, este monossacarídeo é considerado um composto tóxico para as abelhas

(MOREIRA; DE MARIA, 2001).

Além da sacarose, diversos outros di e trissacarídeos são descritos na literatura como

constituintes do mel (Tabela 5, Figuras 3 e 4). O dissacarídeo em maior presença é a maltose,

cujos teores podem variar de 1% a 16%, dependendo da florada e da região de origem

(MOREIRA, DE MARIA, 2001). O teor de sacarose em geral não ultrapassa 8%, sendo que

uma taxa elevada pode indicar uma colheita prematura do mel, isto é, um produto em que a

sacarose ainda não foi totalmente transformada em glicose e frutose pela ação da invertase.

(AZEREDO; AZEREDO; DAMASCENO, 1999).

Tabela 5 – Listagem de di e trissacarídeos do mel

Nome trivial Nome sistemático

Dissacarídios

celobiose

O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – D – glicopiranose

gentiobiose O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – D – glicopiranose

isomaltose O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – D – glicopiranose

isomaltulose ou palatinose O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – D – frutofuranose

kojibiose O –  – D – glicopiranosil - (1  2) – D – glicopiranose

laminaribiose O –  – D – glicopiranosil - (1  3) – D – glicopiranose

leucrose O –  – D – glicopiranosil - (1  5) – D – frutopiranose

maltose O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – D – glicopiranose

maltulose O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – D – frutose

melibiose O –  – D – galactopiranosil - (1  6) – D – glicopiranose

neotrealose O –  – D – glicopiranosil –  – D – glicopiranosídio

nigerose O –  – D – glicopiranosil - (1  3) – D – glicopiranose

sacarose O –  – D – glicopiranosil –  – D – frutofuranosídio

turanose O –  – D – glicopiranosil - (1  3) – D – frutose

Trissacarídios

centose O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – O –  – D – glicopiranosil - (1  2) – D –

glicopiranose

1 – cestose O –  – D – glicopiranosil - (1  2) –  – D – frutofuranosil - (1  2) –  – D –

frutofuranosídio

erlose O –  – D – glicopiranosil - (1  4) –  – D – glicopiranosil –  – D –

frutofuranosídio

4 –  – gentiobiosilglicose O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – D –

glicopiranose

3 –  – isomaltosilglicose O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – O –  – D – glicopiranosil - (1  3) – D –

glicopiranose

isomaltotriose O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – D –

glicopiranose

isopanose O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – D –

glicopiranose

laminaritriose O –  – D – glicopiranosil - (1  3) – O –  – D – glicopiranosil - (1  3) – D –

glicopiranose

maltotriose O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – D –

glicopiranose

melezitose O –  – D – glicopiranosil - (1  3) – O –  – D – frutofuranosil - (2  1) –  – D

– glicopiranosídio

panose O –  – D – glicopiranosil - (1  6) – O –  – D – glicopiranosil - (1  4) – D –

glicopiranose

rafinose O –  – D – galactopiranosil - (1  6) – O –  – D – glicopiranosil –  – D –

frutofuranosídio

teanderose O –  – D – glicopiranosil - (1  6) -  – D – glicopiranosil –  – D –

frutofuranosídio

Fonte: MOREIRA; DE MARIA, 2001.

Figura 3 – Dissacarídeos do mel.

Figura 4 – Trissacarídeos do mel.

Da Costa Leite et al. (2000) analisaram 70 amostras de méis brasileiros, quantificando

6 principais dissacarídeos e 4 trissacarídeos por Cromatografia Líquida de Alta Eficiência

(CLAE). Sanz, Sanz e Martinez-Castro (2004) identificaram 16 dissacarídeos e 9

trissacarídeos por Cromatografia Gasosa e Espectrometria de Massas, em méis espanhóis. Os

resultados podem ser observados na Tabela 6.

Tabela 6 – Composição de carboidratos de méis de diferentes origens

Carboidrato (%) Méis brasileiros

(DA COSTA et al., 2000).

Méis espanhóis

(SANZ; SANZ; MARITEZ-CASTRO, 2004).

Maltose 0,21 - 6,86 0,77 – 1,98

Turanose 0,78 – 2,03 0,72 – 2,87

Nigerose 1,11 – 2,81 0,35 – 0,90

Melibiose 0,05 – 0,15 0,00 – 0,00

Sacarose 0,07 – 0,77 0,04 – 1,38

Isomaltose 0,18 – 0,71 0,64 – 3,07

Maltotriose 0,24 – 1,03 0,00 – 0,03

Panose 0,03 – 0,08 0,00 – 0,27

Melezitose 0,21 – 0,37 0,00 – 0,16

Rafinose 0,10 – 0,25 0,05 – 0,73

α,α-Trealose

n. p.* 0,00 – 0,32

α,β-Trealose

n. p.* 0,17 – 0,65

Celobiose n. p.* 0,06 – 0,28

Laminaribiose n. p.* 0,06 – 0,21

Maltulose n. p.* 0,66 – 3,52

Kojibiose n. p.* 0,86 – 2,19

Trealulose n. p.* 0,56 – 2,43

Palatinose n. p.* 0,12 – 0,62

1-Kestose n. p.* 0,07 – 0,48

6-Kestose n. p.* 0,01 – 0,16

Neokestose n. p.* 0,01 – 0,13

Erlose n. p.* 0,04 – 2,47

Isomaltotriose n. p.* 0,01 – 0,14

Gentiobiose n. p.* 0,01 – 0,05

* n.p. = não pesquisado.

O poder adoçante do mel é avaliado em cerca de metade do atribuído ao mesmo peso

de açúcar de cana (CRANE, 1983). Além da doçura, os açúcares são responsáveis por outras

características, tais como o poder higroscópico, capacidade de conservação e habilidade de

promover cor e sabor. Outra importante característica dos carboidratos do mel é a

cristalização, determinada pelas relações de frutose/glicose (F/G) e glicose/água (G/A). Méis

com uma baixa relação glicose/água, ou com altos teores de frutose não cristalizam facilmente

(HOOPER, 1976; NATIONAL HONEY BOARD, 2004).

As enzimas presentes em maiores quantidades no mel são a invertase, a amilase

(diastase) e a glucose-oxidase, produzidas nas glândulas hipofaringeanas das abelhas e

adicionadas ao néctar na vesícula melífera, enquanto a abelha transporta o néctar ou melato

para a colméia. A invertase promove a hidrólise da sacarose do alimento coletado em glicose

e frutose. A diastase é a enzima que hidrolisa o amido. Não desempenha nenhum papel

significante na produção de mel, mas sua presença é um indicativo de qualidade. A glucose-

oxidase, em soluções diluídas, reage com a glicose formando ácido glucônico e peróxido de

hidrogênio, capaz de proteger o mel da decomposição bacteriana. Um sistema similar de

produção de peróxido de hidrogênio parece estar presente em todas as abelhas que estocam

mel em favos (as quatro espécies de abelhas Apis, as mamangavas que formam colônias e as

abelhas sem ferrão) (COUTO; COUTO, 1996; CRANE, 1983, 1996; NATIONAL HONEY

BOARD, 2004). Outras enzimas presentes no mel são a catalase (que converte o peróxido de

hidrogênio em oxigênio e água) e a fosfatase ácida (que remove o fosfato inorgânico de

fosfatos orgânicos) (COUTO; COUTO, 1996; CRANE, 1983, 1996).

Os ácidos orgânicos compreendem uma pequena porção no mel (cerca de 0,5%) e a

acidez total pode ser um indicador de fermentação. Incluem o acético, butírico, cítrico,

fórmico, lático, málico, piroglutâmico, succínico e em maior quantidade o ácido glucônico

(NATIONAL HONEY BOARD, 2004). A concentração de ácido cítrico pode ser um

parâmetro de diferenciação entre méis florais e de melato (CRANE, 1983; SUARÉZ-LUQUE,

2002).

O mel possui menos de 0,3% de aminoácidos, sendo a prolina o mais abundante

(NATIONAL HONEY BOARD, 2004; PARAMÁS et al., 2006). O pólen é a principal fonte

de aminoácidos e proteínas, que também podem ser originados do néctar, melato e das

abelhas (WHITE, 1979). Hermosín; Chicón e Cabezudo (2003) analisaram méis espanhóis de

diferentes origens botânicas e descreveram como principais aminoácidos: prolina,

fenilalanina, tirosina, lisina, arginina, ácido glutâmico, histidina e valina. Os méis de lavanda

apresentaram a maior concentração de tirosina.

Fernández-Torres et al. (2005) e Terrab et al. (2005) estudaram o conteúdo mineral de

méis de várias origens botânicas da Espanha e descrevem como elementos mais abundantes o

potássio, cálcio e fósforo. Terrab et al. (2005) descrevem ainda como abundantes o magnésio,

sódio, enxofre e silício; como não abundantes o alumínio, cobre, ferro lítio e zinco e como

elementos traço o arsênio, bário, cádmio, cobalto, cromo, molibdênio, níquel, chumbo, selênio

estrôncio e vanádio. Com exceção do arsênio, cádmio, molibdênio, estrôncio e vanádio, os

demais citados foram encontrados em todas as amostras.

O mel, como uma fonte de antioxidantes, tem sido relatado como efetivo contra o

escurecimento enzimático de frutas e vegetais (CHEN et al., 2000), a deterioração oxidativa

de alguns alimentos (McKIBBEN; ENGESETH, 2002) e no controle de crescimento de

patógenos em alimentos (TAORMINA; NIERMIRA; BEUCHAT, 2001).

3.6 PADRÕES DE QUALIDADE DO MEL

3.6.1 Qualidade físico-química

O Ministério da Agricultura e Abastecimento, através da Instrução Normativa 11, de

20 de outubro de 2000 – Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel (BRASIL,

2000) estabelece como requisitos de qualidade físico-química as análises de açúcares

redutores, umidade, sacarose aparente, sólidos insolúveis em água, minerais (cinzas), acidez

livre, atividade diastásica, hidroximetilfurfural (HMF) e conteúdo de pólen. Para cada

requisito, estabelece padrões de qualidade que os produtos devem atender (Tabela 7).

Tabela 7 – Especificações físico-químicas estabelecidas pela legislação brasileira para análise

de mel.

Parâmetro Especificações

Mel Floral Mel de Melato

Umidade Máximo 20%

Açúcares Redutores Mínimo 65% Mínimo 60%

Sacarose Aparente Máximo 6% Máximo 15%

Sólidos Insolúveis Máximo 0,1%

Minerais Máximo 0,6% Máximo 1,2%

Acidez Máximo 50 mEq/Kg

Índice de Diastase Mínimo 8 na escala Gothe ou 3 se HMF inferior a 15

mg/Kg

Hidroximetilfurfural (HMF) Máximo 60 mg/Kg

Fonte: Brasil, 2000.

A maior preocupação das autoridades, consumidores, comerciantes e produtores

idôneos refere-se aos riscos de adulteração do mel. Vilckas et al. (2001) verificaram que,

devido ao medo de comprar mel adulterado, os consumidores acabam tentando identificar o

mel puro utilizando critérios empíricos e populares. Buscam adquirir o mel direto do produtor,

demonstram falta de confiança na qualidade do mel que compram e falta de informação sobre

o processo de cristalização.

A adulteração é em geral realizada com a adição de outros carboidratos,

principalmente açúcares comerciais como glicose comercial, solução ou xarope de sacarose e

solução de sacarose invertida, proveniente de cana ou milho (ROSSI et al. 1999; GIROU,

2004). A presença de adulterantes no mel pode ter origens diferentes:

a) A adulteração por parte de comerciantes ou de apicultores, que sem escrúpulos,

juntam ao mel substitutos artificiais de menor valor, sendo um dos mais comuns o xarope de

milho de alta frutose;

b) A alimentação de colméias durante o fluxo de mel com a intenção de aumentar a

colheita;

c) Sem má intenção, o apicultor pode alimentar as suas colméias em excesso alguns

dias antes da florada, gerando reservas que não são consumidas pelas abelhas e que podem

contaminar o mel. Há neste caso contaminação e não adulteração, porque a quantidade de

substitutos artificiais que podem chegar ao mel é muito menor que nos casos de adulteração.

De qualquer maneira, os apicultores devem ser muito cuidadosos com a alimentação artificial

nos dias/semanas prévios à florada (CORDELLA et al., 2005; GIROU, 2004).

A adulteração é praticada em razão do alto custo do mel, da facilidade de incorporação

dos adulterantes, da dificuldade de identificá-los (o que pode apenas ser realizado em

laboratórios especializados), da dificuldade de identificação dos criminosos e da impunidade

no país. Hoje, os adulterantes mostram-se cada vez mais sofisticados, podendo até mesmo

incluir pólen, corantes e aromatizantes.

As principais análises recomendadas pela legislação brasileira para reconhecimento de

um mel aquecido ou adulterado são atividade diastásica e hidroximetilfurfural (HMF). O

HMF tem sido relatado como um composto tóxico, mas não é prejudicial para os

consumidores nos níveis encontrados naturalmente no mel (HOOPER, 1976; KOMATSU;

MARCHINI; MORETI, 2001). Os resultados obtidos por Azeredo; Azeredo e Damasceno

(1999) no teste quantitativo de HMF demonstraram que os valores tendem a aumentar

gradativamente com o tempo. Comparando-se com a legislação atual, que estabelece o limite

máximo para HMF de 60mg/Kg, estariam fora dos padrões de qualidade as amostras

armazenadas em vidro à luz ambiente por 180 dias e as armazenadas em vidro e polietileno,

ao abrigo ou não da luz, por 270 dias, mesmo sem terem sido aquecidas. Segundo White

(1979), a determinação do teor de HMF no mel não diferencia se o produto foi superaquecido

ou estocado prolongadamente ou adulterado pela glicose comercial a não ser que o resultado

seja superior a 60mg/Kg de HMF.

Azeredo; Azeredo e Damasceno (1999) identificaram que o teste de Lund, qualitativo

para proteínas, não é conclusivo para a identificação de adulterantes quando aplicado

isoladamente a uma amostra de mel. A adição de até 70% de calda de açúcar refinado a

algumas amostras mostrou volumes de precipitados dentro da faixa estabelecida pelos

métodos oficiais, indicando ser mel genuíno, mesmo com somente 30% de amostra pura.

Além dos testes físico-químicos, análises instrumentais têm sido pesquisadas e

aplicadas como testes de autenticidade em méis, tais como espectroscopia de massa com

verificação da composição isotópica do carbono (PADOVAN et al., 2003; ROSSI et al. 1999),

microscopia com verificação resíduos de células vegetais (KERKVLIET et al. 1995),

Diferencial Scanning Calorimetry (DSC) (CORDELLA et al., 2002), cromatografia líquida e

gasosa (DONER; WHITE; PHILLIPS, 1979), espectroscopia mid-infrared (KELLY;

DOWNEY; FOURATIER, 2004; SIVAKESAVA; IRUDAYARAJ, 2002) e espectroscopia

FT-Raman (PARADKAR; IRUDAYARAJ, 2001).

3.6.2 Qualidade microbiológica

As legislações brasileira e internacional vigentes (BRASIL, 2000, 2001; CODEX

ALIMENTARIUS COMMISSION, 2001; MERCOSUL, 1999) não exigem realização de

análise microbiológicas em mel. Estabelecem apenas que sejam seguidas práticas de higiene

na manipulação do produto.

Segundo Bogdanov (2005b):

The International Honey Commission has not established criteria for microbiological

safety. As far as I know there are no special quality criteria for honey in this respect.

Honey is generally regarded as microbiologically safe food, including also the

content of moulds and yeast. The yeast content is only a problem when honey has a

high humidity. The only microbiological problem regards Botulinus toxin spores,

but as far as I know, even for this bacteria there are no compulsory test programs.1

1 A Comissão Internacional de Mel não tem estabelecido um critério para segurança microbiológica. Até onde

eu sei não há nenhum critério especial de qualidade do mel a este respeito. O mel é geralmente considerado um

alimento microbiologicamente seguro, incluindo também a presença de bolores e leveduras. A presença de

leveduras é um problema apenas quando o mel possui alta umidade. O único problema microbiológico refere-se

a esporos de Clostridium botulinum, mas até onde eu sei, mesmo para esta bactéria não há programas de testes

obrigatórios (BOGDANOV, 2005b, tradução nossa).

O problema relacionado com Clostridium botulinum refere-se à ingestão de mel por

bebês. Em crianças menores de 12 meses, a flora intestinal ainda não está completamente

desenvolvida e o intestino possui pH alto, o que pode acarretar a ativação dos esporos e o

desenvolvimento do botulismo infantil, intoxicação que geralmente leva à morte. Os esporos

de Clostridium botulinum não se desenvolvem no intestino de crianças mais velhas e adultos.

Cerca de 5% dos méis podem conter estes esporos, mas na maioria dos casos o número de

esporos é bastante pequeno. A incidência de botulismo infantil devido à ingestão de mel é

muito baixa, mas as autoridades recomendam que não seja fornecido mel a crianças menores

de um ano (BOGDANOV, 2005a).

NEVAS et al. (2005) estudaram a presença de Clostridium botulinum em 294 amostras

de méis da Dinamarca, Noruega e Suécia. Esporos da bactéria foram encontrados em 26% das

amostras dinamarquesas, 10% das amostras norueguesas e 2% das amostras suecas. Entre as

amostras de méis da Turquia analisadas por Küplülü et al. (2005), 12,5% estavam

contaminadas com esporos de Clostridium botulinum.

Iurlina e Fritz (2005) pesquisaram o número de bactérias mesófilas aeróbias,

coliformes totais, bolores e leveduras, e a presença de Salmonella spp., Shigella spp.,

Clostridium sulfito-redutores, Paenibacillus larvae e Bacillus spp em 70 amostras de méis

poliflorais da Argentina. O número de bactérias mesófilas aeróbias e bolores e leveduras foi

menor que 10

UFC/g em todas as amostras. Coliformes fecais, Escherichia coli, Salmonella

spp., Shigella spp. e Clostridium sulfito-redutores não foram detectados, mas P. Larvae

subspp. larvae, Bacillus cereus, Bacillus pumilus e Bacillus laterosporus foram encontrados

entre as amostras. P. Larvae foi encontrado em 35% dos apiários, incluindo colméias nas

quais as abelhas não apresentavam sintomas da cria pútrida americana.

A cria pútrida americana é uma doença que devasta apiários em todo o mundo. Nunca

foi constatada no Brasil. É causada pelo Paenibacillus larvae, cujos esporos são transmitidos

às larvas pelas abelhas. Os esporos são altamente resistentes ao tratamento e se alojam no

intestino das larvas, eliminando as crias da colméia. Já foram detectados esporos da bactéria

em méis da Argentina, Uruguai e Espanha, vendidos no Brasil. Como medida de segurança

aos apiários, costuma-se vetar o trânsito de produtos apícolas de uma região afetada para outra

não afetada, e por isso a análise de Paenibacillus larvae é normalmente realizada em méis

destinados ao comércio exterior. A medida recomendada para o controle da doença é a

eliminação pela queima das colméias e das famílias de abelhas infectadas (CAMARGO,

1972; MESSAGE, 2003; HOOPER, 1976).

3.7 ATIVIDADE ANTIMICROBIANA E PROPRIEDADES FUNCIONAIS

Uma das características intrínsecas do mel é sua propriedade antimicrobiana, através

da qual pode se manter imune à deterioração por longos períodos de tempo. Já era constatada

desde a antiguidade, entre os povos hindus, egípcios, gregos, chineses que utilizavam o mel

como medicamento (MOLAN, 1996; O MEL..., 2003). O mel é útil também no tratamento de

dispepsias, úlceras gástricas e duodenais e várias doenças gastrointestinais, com ação anti-

inflamatória e atividade antioxidante (CRANE, 1983; SATO; MIYATA, 2000, MOLAN,

2001). Martins et al. (1997) concluíram que a atividade antimicrobiana de méis de abelhas

africanizadas é semelhante à de méis de abelhas nativas. Os microorganismos mais sensíveis

foram Staphylococcus aureus e Escherichia coli.

No mel não diluído, a acidez também é um significativo fator antimicrobiano. O pH

variando de 3,2 a 4,5 é baixo suficiente para inibir o desenvolvimento de patógenos, cujos

valores de pH ótimos variam entre 7,2 e 7,4. No entanto, a maior atividade antimicrobiana do

mel é devida ao peróxido de hidrogênio produzido enzimaticamente (HOOPER, 1976;

MOLAN, 1996; NATIONAL HONEY BOARD, 2004; SATO; MIYATA, 2000). O peróxido

de hidrogênio pode ser destruído por componentes do mel, na reação com ácido ascórbico e

íons metálicos, e pela ação da enzima catalase, originária do pólen e do néctar. A existência

de outros fatores antimicrobianos é evidenciada em testes com a degradação do peróxido de

hidrogênio pela catalase (MOLAN, 1996).

4. MATERIAIS E MÉTODOS

As análises das amostras de méis, produzidas por Apis mellifera, foram realizadas nos

Laboratórios do CTA – Centro de Tecnologia de Alimentos da Universidade Estadual de

Ponta Grossa, em 2005.

4.1 MATERIAIS

As amostras de méis foram obtidas diretamente de seus produtores através de doação.

O contato com os apicultores foi facilitado pelo intermédio de Sindicatos Rurais, Escritórios

Regionais da Emater, Secretarias Municipais de Agricultura, Associações de Apicultores e

profissionais ligados ao setor apícola.

Foram coletadas 80 amostras de méis provenientes de 20 municípios dos Campos

Gerais, sendo suas predominâncias florais declaradas pelos produtores, conforme segue: 59

amostras de flores silvestres (ou sem predominância específica), 8 de eucalípto, 5 de

capixingui, 2 de canela-guaiacá, 2 de bracatinga, 2 de laranjeira, 1 de aroeira e 1 amostra de

flor de erva-mate. As amostras sem declaração de predominância floral foram classificadas

como silvestres.

A cada amostra foi atribuído um número seqüencial de 1 a 80, conforme a ordem de

recebimento. O Quadro I apresenta a procedência e a classificação floral de cada uma delas e

a Figura 5, os municípios de onde foram coletadas amostras.

Para a análise dos resultados, a região dos Campos Gerais foi agrupada em micro-

regiões, conforme apresentado no Quadro II, tomando como base os dados da Divisão

Municipal de 2000, do Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística (IBGE), que reúne os

municípios brasileiros conforme suas áreas de influência. É um agrupamento que difere dos

limites históricos e geográficos dos Campos Gerais, e para a aplicação neste trabalho, as

micro-regiões descritas pelo IBGE foram reestruturadas, descartando-se os municípios não

pertencentes aos Campos Gerais e unindo-se os municípios de duas diferentes micro-regiões,

quando necessário.

Quadro I – Procedência e classificação floral das amostras analisadas.

Amostras

Florada Procedência Amostras

Florada Procedência

1 Canela-guaiacá Ortigueira 41 Eucalípto Campo Largo

2 Capixingui Ortigueira 42 Bracatinga Campo Largo

3 Silvestre Ortigueira 43 Silvestre Campo Largo

4 Canela-guaiacá Ortigueira 44 Silvestre Campo Largo

5 Capixingui São José da Boa Vista 45 Silvestre Palmeira

6 Aroeira São José da Boa Vista 46 Silvestre Palmeira

7 Silvestre Teixeira Soares 47 Silvestre Castro

8 Silvestre Ponta Grossa 48 Erva-Mate Ivaí

9 Silvestre Palmeira 49 Silvestre Ivaí

10 Silvestre Palmeira 50 Eucalípto Ortigueira

11 Silvestre Ponta Grossa 51 Silvestre Ortigueira

12 Silvestre Tibagi 52 Eucalípto Ortigueira

13 Silvestre Ponta Grossa 53 Silvestre Ortigueira

14 Silvestre Ponta Grossa 54 Silvestre Imbituva

15 Eucalípto Tibagi 55 Silvestre Imbituva

16 Silvestre Ipiranga 56 Silvestre Imbituva

17 Silvestre Ponta Grossa 57 Silvestre Lapa

18 Silvestre Reserva 58 Silvestre Lapa

19 Silvestre Cândido Abreu 59 Silvestre Lapa

20 Silvestre Ponta Grossa 60 Bracatinga Lapa

21 Eucalípto Ponta Grossa 61 Silvestre Lapa

22 Silvestre Ponta Grossa 62 Silvestre Tibagi

23 Silvestre Ponta Grossa 63 Silvestre Tibagi

24 Silvestre Campo Largo 64 Silvestre Rio Negro

25 Silvestre Ponta Grossa 65 Silvestre São José da Boa Vista

26 Silvestre Castro 66 Silvestre São José da Boa Vista

27 Silvestre Castro 67 Capixingui São José da Boa Vista

28 Laranjeira Castro 68 Silvestre Palmeira

29 Silvestre Ponta Grossa 69 Capixingui Arapoti

30 Silvestre Ponta Grossa 70 Laranjeira Arapoti

31 Silvestre Ponta Grossa 71 Eucalípto Arapoti

32 Silvestre Imbaú 72 Silvestre Campo do Tenente

33 Silvestre Ponta Grossa 73 Silvestre Campo do Tenente

34 Silvestre Ponta Grossa 74 Silvestre Jaguariaíva

35 Silvestre Ponta Grossa 75 Silvestre Piraí do Sul

36 Silvestre Ponta Grossa 76 Silvestre imbaú

37 Capixingui Ortigueira 77 Eucalípto Imbaú

38 Eucalípto Castro 78 Silvestre Castro

39 Silvestre Ponta Grossa 79 Silvestre Castro

40 Silvestre Campo Largo 80 Silvestre Ponta Grossa

Quadro II – Número de amostras coletadas por município e por micro-região.

Procedência

Número de

amostras

Micro-região de

procedência

Número de amostras por

micro-região

Palmeira 5

Campo Largo 6

Castro 7

Ponta Grossa 19

1 37

Jaguariaíva 1

Piraí do Sul 1

Arapoti 3

São José da Boa Vista 5

2 10

Cândido Abreu 1

Reserva 1

Imbaú 3

Tibagi 4

Ortigueira 9

3 18

Ipiranga 1

Teixeira Soares 1

Ivaí 2

Imbituva 3

4 7

Rio Negro 1

Campo do Tenente 2

Lapa 5

5 8

Figura 5 – Municípios de origem das amostras.

4.2 MÉTODOS

Foram feitas análises físico-químicas, microbiológicas e de atividade antimicrobiana

em cada amostra de mel.

4.2.1 Análises físico-químicas

As análises físico-químicas compreenderam umidade, açúcares redutores, sacarose

aparente, sólidos insolúveis, pH, acidez, índice de diastase e hidroximetilfulfural (HMF), e

foram realizadas de acordo com as técnicas descritas pela AOAC (Association of Official

Analytical Chemists), e pela European Honey Commission (BOGDANOV; MARTIN e

LÜLLMANN, 1997), conforme recomendado pela CAC (Codex Alimentarius Commission).

A origem floral ou de melato de cada uma das amostras foi determinada através da equação

de Kirkwood, que relaciona dados físico-químicos (CAMPOS, 2003). A cor foi analisada

conforme o método de Biachi (1981).

4.2.1.1 Umidade

A determinação da umidade das amostras foi realizada pelo método refratométrico

(AOAC, 2000). Foi utilizado um refratômetro de bancada Abbe, modelo WY1A.

A medida refratométrica fornece o teor de substância seca em todos os casos em que

se trate de soluções açucaradas puras. Quando a solução açucarada tem misturas com outras

substâncias, como é o caso do mel ou sucos de frutas, o valor encontrado é geralmente muito

próximo do total de substância seca (CECCHI, 1999). Conforme estabelece o método, para

obtenção da umidade do mel, aplica-se o índice de refração (IR) a uma tabela de

correspondência entre o IR e a umidade do mel (Tabela 8). Esta tabela é derivada de uma

fórmula desenvolvida por Wedmore a partir dos dados de Chataway (BOGDANOV;

MARTIN; LÜLLMANN, 1997).

O IR das substâncias líquidas depende da temperatura. Geralmente os refratômetros

estão regulados a 20ºC (CECCHI, 1999). Se o mel estiver exatamente a 20ºC, pode-se aplicar

o IR obtido diretamente à Tabela 8. Porém, para leituras feitas em diferentes temperaturas,

deve-se acrescentar ou diminuir do IR obtido o valor de 0,00023, para cada ºC a mais ou a

menos da amostra.

Tabela 8 – Correspondência entre o índice de refração e a umidade do mel

Índice de

refração

(20ºC)

Umidade

(%)

Índice de

refração

(20ºC)

Umidade

(%)

Índice de

refração

(20ºC)

Umidade

(%)

1,5044 13 1,494 17 1,484 21

1,5038 13,2 1,4935 17,2 1,4835 21,2

1,5033 13,4 1,493 17,4 1,483 21,4

1,5028 13,6 1,4925 17,6 1,4825 21,6

1,5023 13,8 1,492 17,8 1,482 21,8

1,5018 14 1,4915 18 1,4815 22

1,5012 14,2 1,491 18,2 1,481 22,2

1,5007 14,4 1,4905 18,4 1,4805 22,4

1,5002 14,6 1,49 18,6 1,48 22,6

1,4997 14,8 1,4895 18,8 1,4795 22,8

1,4992 15 1,489 19 1,479 23

1,4987 15,2 1,4885 19,2 1,4785 23,2

1,4982 15,4 1,488 19,4 1,478 23,4

1,4976 15,6 1,4875 19,6 1,4775 23,6

1,4971 15,8 1,487 19,8 1,477 23,8

1,4966 16 1,4865 20 1,4765 24

1,4961 16,2 1,486 20,2 1,476 24,2

1,4956 16,4 1,4855 20,4 1,4755 24,4

1,4951 16,6 1,485 20,6 1,475 24,6

1,4946 16,8 1,4845 20,8 1,4745 24,8

1,474 25

Fonte: AOAC, 2000; BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997.

A Tabela 8 apresenta 61 valores de umidade e seus respectivos IR, de 13% a 25%, em

intervalos de 0,2% de umidade. Quando o IR obtido encontra-se no intervalo entre um e outro

valor descrito na tabela, a interpolação dos dados e a aproximação de valores tornam-se pouco

confiáveis. Assim, dispondo a tabela em forma de gráfico (Figura 6) e calculando os

coeficientes angular e linear, foi obtida uma equação igual a y=614,60-400x para IR igual ou

menor que 1,4976, sendo y = umidade e x = IR, a qual foi utilizada para a obtenção dos

valores de umidade.

1,5044

1,5

1,4992

1,4

1,4915

1,4

1,4865

1,484

1,4

1,47

1,4

1,47

Índice de refração (20ºC)

Umidade (%)

Figura 6 – Disposição gráfica da Tabela 8.

Para efeito de comparação entre métodos, foram testadas 33 amostras pelo método de

secagem em estufa a 105ºC, recomendado pelo Instituto Adolfo Lutz para umidade em mel

(SÃO PAULO, 1985). Os resultados foram comparados com os obtidos pelo método

refratométrico.

4.2.1.2 Açúcares redutores e sacarose aparente

4.2.1.2.1 Açúcares redutores

Para a quantificação de açúcares redutores foi utilizado o método titulométrico

recomendado pela legislação brasileira (BRASIL, 2000) e descrito pela European Honey

Commission (BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997).

Trata-se do procedimento de Lane-Eynon, baseado na capacidade dos açúcares

redutores, como glicose e frutose, reduzirem o cobre presente na solução cuproalcalina

(Soluções de Fehling A + Fehling B, modificadas por Soxhlet), sob ebulição (BOGDANOV;

MARTIN; LÜLLMANN, 1997; CECCHI, 1999; KOMATSU, 1996). Em meio alcalino, os

íons cúpricos Cu

são reduzidos a cuprosos Cu

, e os açúcares são oxidados a ácidos

orgânicos (KOMATSU, 1996). A solução passa da cor azul a vermelho tijolo, e deve ficar

constantemente em ebulição durante a titulação, porque o Cu

O formado pode ser novamente

oxidado pelo O

do ar, voltando a apresentar a cor azul. A titulação deve levar no máximo 3

minutos, porque pode haver decomposição dos açúcares com o aquecimento prolongado

(CECCHI, 1999).

O mel foi diluído 1 : 250, dissolvendo-se 5,00g de amostra em água deionizada até

25mL, em balão volumétrico (solução 1 : 5). Desta solução homogeneizada, foram

transferidos 2mL para um balão volumétrico de 100mL, completando o volume com água

deionizada e homogeneizando (solução 1 : 250). A solução 1 : 5 foi reservada para a análise

de sacarose aparente.

A titulação foi realizada em capela, com uma bureta de 25mL contendo a solução de

mel 1 : 250 e um erlenmeyer com 5mL de solução de Fehling A, 5 mL de Fehling B e 40 mL

de água deionizada. Após o início da ebulição é iniciada a titulação, liberando de uma vez só,

5 mL da solução de açúcares. Com o reinício da ebulição, a solução de Fehling torna-se

avermelhada, mas ainda com muita presença de azul (íons Cu

). A titulação deve ser

reiniciada, desta vez gota a gota, sob agitação e sendo observada a modificação da cor.

Considera-se o fim da reação quando a solução, contra a luz fluorescente, não apresenta

qualquer tonalidade ou reflexo azul, estando colorida por um vermelho tijolo intenso. A

análise foi realizada em triplicata e as estimativas de desvio padrão (S) de cada amostra foram

calculadas através da seguinte fórmula:

S = ((x

– x

)

/(N-1))

0,5

Sendo:

= % de açúcares redutores de cada valor de triplicata;

= média das % de açúcares redutores da triplicata;

N = número de repetições (triplicata = 3).

As soluções de Fehling recomendadas para a análise de mel são modificadas e as

concentrações de seus reagentes distinguem-se das soluções de Fehling utilizadas para outros

alimentos (BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997).

A solução de Fehling A foi preparada dissolvendo 69,28g de sulfato de cobre

pentahidratado (CuSO

. 5H

O – PM = 249,71) em água deionizada para 1 litro de solução, em

balão volumétrico.

A solução de Fehling B foi preparada dissolvendo 346g de tartarato duplo de sódio e

potássio (C

KNaO

. 4H

O) em cerca de 300 mL de água deionizada. À parte, em béquer

plástico e em banho de gelo na capela, foram dissolvidos 100g de hidróxido de sódio (NaOH)

em cerca de 200mL de água deionizada. As soluções de tartarato de sódio e potássio e

hidróxido de sódio foram unidas em balão volumétrico de um litro, homogeneizadas, e após a

completa reação, percebida pelo resfriamento e por cessarem as eliminações de bolhas, o

volume do balão foi completado com água deionizada.

As soluções de Fehling A e B foram então armazenadas separadamente em frascos

âmbar sob refrigeração por 48 horas, antes de serem padronizadas.

Para a padronização, foi utilizada uma solução 0,5% (m/v) de glicose. Para cada

padronização, realizou-se um mínimo de quatro titulações, e a média dos valores obtidos foi

aplicada na fórmula para obtenção do fator de correção (F) das soluções de Fehling:

F = (% da glicose) x (média dos volumes gastos) x 0,01

Nas concentrações descritas para as soluções de Fehling, o fator de correção deve ser

próximo a 0,025.

Tendo-se o fator de correção, o cálculo da porcentagem de açúcares redutores (AR) se

dá através da seguinte fórmula:

% AR = (diluição da solução de mel = 250) x F x 100

média dos volumes gastos na titulação

4.2.1.2.2 Sacarose aparente

Considerando que a sacarose é um dissacarídeo não-redutor, composto por duas

moléculas de açúcares redutores (glicose e frutose) unidas em ligação glicosídica

(LEHNINGER, 2002), admite-se que após a hidrólise, é possível quantificar indiretamente a

sacarose na solução analisada, através da análise dos açúcares redutores formados.

A partir da solução 1 : 5 de mel preparada na análise de açúcares redutores, foram

transferidos 2mL para um béquer de vidro de 100mL, onde foram adicionados 40mL de água

deionizada e 1mL de ácido clorídrico (HCl) concentrado. Esta solução foi submetida ao

aquecimento até a ebulição, resfriada, neutralizada com NaOH até pH 7 + ou - 0,2 e

completada com água deionizada até 100mL, em balão volumétrico. Após a homogeneização,

foi titulada com as soluções de Fehling conforme descrito. A média dos volumes gastos em

três titulações foi aplicada na fórmula, de maneira semelhante aos açúcares redutores, e o

resultado final foi expresso como porcentagem de açúcares totais (%AT):

% AT =(diluição da solução de mel =250) x F x 100

média dos volumes gastos na titulação

Assim como nos açúcares redutores, as estimativas de desvio padrão (S) das amostra

foram calculadas através da fórmula S = ((x

– x

)

/(N-1))

0,5

, descrita no item 4.2.1.2.1.

O aquecimento até a ebulição, em condições fortemente ácidas, garante que a sacarose

seja hidrolizada; porém, somam-se às moléculas separadas (glicose e frutose) os íons de uma

molécula de água (H+ OH-) (LEHNINGER, 2002) e o peso molecular da sacarose (PM =

342) fica sendo 95% dos pesos moleculares da glicose e da frutose juntas (PM = 360). Assim,

a porcentagem de sacarose aparente de uma amostra é calculada pela seguinte fórmula:

% sacarose aparente = (% Açúcares totais - % Açúcares redutores) x 0,95

A mesma relação foi aplicada para o cálculo da estimativa de desvio padrão da

sacarose aparente: S

sacarose aparente

= |S

açúcares redutores

– S

açúcares totais

| x 0,95.

4.2.1.3 Sólidos insolúveis

Foi utilizado o método gravimétrico com filtração em cadinhos porosos

(BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997).

As amostras diluídas em água a 80ºC foram transferidas para cadinhos porosos nº 3,

previamente secos a 105ºC por 12 horas e pesados. As amostras foram lavadas nos cadinhos,

com água a 80ºC, até que o volume de cada filtrado atingisse 1 litro. Os cadinhos foram

novamente secos a 105ºC por 12 horas e pesados. Foram utilizadas amostras de mel de cerca

de cinco gramas. As medidas foram realizadas em balança com precisão de 0,0001g.

O cálculo da porcentagem de sólidos insolúveis se dá através da seguinte proporção:

Massa da amostra = 100%

Massa dos sólidos (cadinho filtrado e seco – cadinho seco) = x %

4.2.1.4 Cinzas

Cinza de um alimento é o resíduo inorgânico que permanece após a queima da matéria

orgânica, que é transformada em CO

, H

O e NO

(CECCHI, 1999).

Foram adicionados cerca de dois gramas de mel em cadinhos calcinados a 550ºC em

forno mufla por 1 hora. Os cadinhos foram levados à capela e as amostras foram carbonizadas

em chama. Este procedimento evita que as amostras transbordem do cadinho e se acumule

fuligem no interior da mufla. Os cadinhos voltaram então para a mufla, por 6 horas a 550ºC.

Após o resfriamento em dessecador, os cadinhos foram pesados e a porcentagem de cinzas da

amostra, calculada.

Algumas amostras, após transcorridas as 6 horas de queima, ainda apresentavam

pontos de carvão, e retornaram à mufla pelo tempo necessário para a queima completa.

Para evitar a quebra de cadinhos por choque térmico, antes de removê-los da mufla,

aguardava-se a temperatura abaixar entre 100 e 200ºC.

O cálculo da porcentagem de cinzas se dá através da seguinte proporção:

Massa da amostra = 100%

Massa das cinzas (cadinho pós queima – cadinho vazio) = x %

Cada amostra de mel foi analisada em triplicata, e do mesmo modo que para os

açúcares redutores e sacarose aparente, foram calculadas as estimativas de desvio padrão (S).

4.2.1.5 pH e acidez

Para a medida do pH e da acidez das amostras de mel foram utilizadas as

recomendações de Bogdanov, Martin e Lüllmann (1997).

Foram pesados 2,00g de mel e diluídos em água deionizada até o volume de 15mL. O

pH foi determinado com auxílio de um pHmetro Hanna Instruments, modelo HI 8424,

previamente calibrado. Esta mesma solução foi utilizada na determinação da acidez, sendo

adicionadas 2 gotas de fenolftaleína 1% e titulando-se com NaOH 0,05M em bureta de 10mL,

até o ponto de viragem: coloração levemente rósea, que persiste por 10 segundos

(KOMATSU, 1996).

Para o cálculo da acidez foi utilizada a seguinte fórmula:

Acidez = Volume gasto (mL) x Molaridade

(NaOH)

x Fc

(NaOH)

x 1000

Massa de amostra (g)

quando utilizado exatamente 2g de amostra e NaOH 0,05M, resume-se em:

Acidez = Volume gasto (mL) x Fc

(NaOH)

x 25, expressa em mEq/Kg.

As análises foram realizadas em triplicata, e as estimativas de desvio padrão (S) de

cada amostra foram calculadas através da fórmula S = ((x

– x

)

/(N-1))

0,5

A IUPAC (International Union of Pure and Applied Chemistry) recomenda a

expressão dos dados em molar ao invés de equivalente-grama. No caso da acidez no mel, com

a utilização de NaOH (PM e Eq = 40g) e a representação da acidez em ácido glucônico (PM e

Eq = 196g), os valores expressos em ambas unidades são idênticos, e optou-se por representá-

los neste estudo em mEq/Kg, conforme recomenda a legislação brasileira e internacional

(BRASIL, 2000; BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997; MERCOSUL, 1999) e

conforme tem sido expresso nos trabalhos científicos consultados, de forma a facilitar a

comparação e a citação dos resultados.

4.2.1.6 Índice de diastase

O índice de diastase foi determinado segundo o método de Malaspina (SANTOS;

MALASPINA; PALMA, 2003), desenvolvido no Laboratório do Centro de Estudos de

Insetos Sociais da UNESP – Universidade Estadual Paulista, Campus de Rio Claro – SP. O

método é uma modificação do procedimento descrito por Bogdanov; Martin e Lüllmann

(1997), e utiliza a leitura em espectrofotômetro da descoloração de uma solução de amido,

iodo e mel em condições controladas. Quanto mais rápida a descoloração, maior a atividade

diastásica da amostra, expressa em unidades da Escala Gothe ou Schade por grama de mel. A

unidade Gothe é definida como a quantidade de enzima capaz de converter 0,01g de amido

em uma hora a 40ºC.

Para a execução do método, é preciso preparar previamente algumas soluções:

- Tampão acetato 0,1M, pH 5,3, sendo conservado sob refrigeração;

- Solução de cloreto de sódio 0,1M;

- Solução de iodo 0,02M, dissolvido com auxílio de KI;

- Solução de amido 1% (m/v): a solução é aquecida até a ebulição, sob constante

agitação, acrescida de água fria, e após o resfriamento, completada para o volume

final. A solução deve ser preparada no momento do uso, não sendo armazenada para

evitar contaminação.

De cada amostra de mel foram pesados 5,00g, sendo acrescentados cerca de 20mL de

água deionizada, corrigindo o pH desta solução até 5,3, com NaOH e completando o volume

da solução até 50mL.

Sistema de reação: em um tubo de ensaio foram adicionados 5mL da solução de mel,

500µL do tampão acetato 0,1M, 500µL da solução de cloreto de sódio 0,1M, 150µL da

solução de iodo 0,02M e 9,6mL de água deionizada. É essencial que a solução de mel esteja

tamponada antes do contato com o cloreto de sódio, pois em pH abaixo de 4, a atividade

diastásica é inibida (BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997). Adicionou-se por fim

250µL da solução de amido 1% e disparou-se o cronômetro, agitando-se a solução até a

completa homogeneização; mediu-se a absorbância da solução no espectrofotômetro a 660nm,

utilizando água como branco. Esta primeira leitura é o valor da absorbância inicial (Abs

aplicada posteriormente na fórmula. Enquanto procede-se a leitura, o tubo com a solução já

deve estar sendo aquecido no banho-maria a 40ºC + ou – 1ºC.

Foram realizadas leituras periódicas de absorbância, retornando sempre o tubo ao

banho-maria, até se atingir um valor entre 0,240 e 0,200. Atingido este valor, a contagem do

tempo no cronômetro é interrompida imediatamente, sendo o tempo transcorrido registrado. O

último valor de absorbância registrado é considerado a absorbância final (Abs

). O índice de

diastase foi calculado através da seguinte fórmula:

Índice de diastase = (Abs

– Abs

) x 0,3

T(h) x V x 0,016

Sendo:

0,3 = constante de absortividade = 0,3mg

-1

(previamente determinado através de ensaio sem mel, dado pelo

método);

T(h) = tempo (em hora) entre as medidas de Abs

e Abs

;

V = volume da solução de mel 10% no tubo de ensaio (mL);

0,016 = volume total em litros da solução no tubo de ensaio (16mL).

A análise foi realizada em triplicata e as estimativas de desvio padrão (S) de cada

amostra foram calculadas através da fórmula S = ((x

– x

)

/(N-1))

0,5

4.2.1.7 Hidroximetilfurfural (HMF)

Foi utilizado o método espectrofotométrico recomendado pela AOAC (2000), sendo as

seguintes soluções preparadas previamente:

- Solução de Carrez I: 15g de K

Fe(CN

) . 3H

O diluídos e completados para 100mL

com água deionizada;

- Solução de Carrez II: 30g de Zn(CH

COO)

. 2H

O diluídos e completados para

100mL com água deionizada;

- Solução de bissulfito de sódio 0,2% (m/v).

Em um béquer, foram adicionados 5,00g de mel e cerca de 25mL de água deionizada,

solubilizando a amostra. Foram adicionados 500µL da solução de Carrez I, homogeneizando,

e mais 500µL da solução de Carrez II, homogeneizando (neste momento, a solução se torna

turva) e completando o volume para 100mL. A solução foi então filtrada em papel,

descartando-se os primeiros 10mL filtrados.

Da solução filtrada, foram pipetados 5mL em quatro tubos de ensaio. No primeiro,

foram adicionados 5mL da solução de bissulfito de sódio 0,2%, sendo este o tubo referência.

Nos demais foram adicionados 5mL de água deionizada, sendo chamados de soluções teste.

As soluções foram homogeneizadas e medidas em espectrofotômetro nos

comprimentos de onda de 284nm e 336nm em cubeta de quartzo. Antes das medidas em

triplicata de cada amostra, o aparelho foi calibrado com a solução referência correspondente.

O método indica que se as leituras de absorbância forem superiores a 0,6, deve-se

diluir as soluções teste e referência na mesma proporção, e repetir a leitura.

O teor de HMF no mel, expresso em mg/Kg, é calculado pela seguinte fórmula:

|Abs 284 – Abs 336| x F

com F = 149,7, calculado através da seguinte fórmula:

F = 126 x 1000 x 1000

16830 x 10 x 5

sendo:

126 = peso molecular do HMF;

16830 = absortividade molecular do HMF a 284nm;

1000 = mg/g;

10 = centilitro/litro;

1000 = g/Kg;

5 = gramas de mel.

As estimativas de desvio padrão (S) de cada amostra foram calculadas através da

fórmula S = ((x

– x

)

/(N-1))

0,5

4.2.1.8 Cor

Para a determinação da cor no mel foi utilizado o método de Bianchi (1981), que

consiste na medida da absorbância a 635nm (Abs

635

)

de uma solução 50% (m/v) de mel em

água. Após a diluição, deixar a solução repousar de 10

a 15 minutos antes da leitura. Calibrar

o aparelho com água deionizada.

A cor é expressa em mm Pfund, e calculada através da seguinte fórmula:

Cor = (371,39 x Abs

635

) – 38,70

A classificação é dada pela escala de Pfund (Quandro III)

Quadro III – Classificação do mel conforme a coloração

Mel mm Pfund Abs

635

Branco-água 0 – 8 0,104 – 0,125

Extra-branco 8 – 16,5 0,125 – 0,148

Branco 16,5 – 34 0,148 – 0,195

Âmbar extra-claro 34 – 50 0,195 – 0,238

Âmbar claro 50 – 85 0,238 – 0,333

Âmbar 85 – 114 0,333 – 0,411

Âmbar escuro 114 ou mais 0,411 ou mais

4.2.1.9 Classificação em mel floral ou mel de melato

Foi utilizada a Equação de Kirkwood, que relaciona os valores de pH, cinzas e

açúcares redutores na matéria seca para classificar o mel quanto sua origem floral ou de

melato. Kirkwood determinou o valor limite de 73,1, abaixo do qual o mel é classificado

como mel de melato, ou como mistura de mel floral com mel de melato. Esta é uma

classificação importante, já que há especificações diferentes para mel floral e para mel de

melato na legislação brasileira.

Equação de Kirkwood:

X = -8,3x

– 12,3x

+ 1,43x

Sendo

= pH;

= % de cinzas em matéria seca;

= % de açúcares redutores em matéria seca;

X < 73,1 = mel de melato;

4.2.2 Análises microbiológicas

Foram realizadas análises de bolores e leveduras, coliformes totais e fecais e

Salmonella sp, conforme metodologia descrita pelo Ministério da Agricultura para produtos

de origem animal (BRASIL, 2003).

Atualmente a legislação brasileira apenas recomenda procedimentos higiênicos para a

manipulação do mel (BRASIL, 2000; MERCOSUL, 1999), sem estabelecer limites

microbiológicos.

4.2.2.1 Contagem de bolores e leveduras

O meio de cultura utilizado foi o ágar batata dextrosado (PDA), preparado conforme

as recomendações do fabricante e disposto em placas, seguindo as normas de Brasil (2003).

Para o preparo das amostras, foram pesados assepticamente 25g de mel, adicionados

de 225mL de água peptonada 0,1% (diluição 10

-1

). Desta solução, inoculou-se 0,1mL sobre a

superfície do PDA em placas de Petri (análise em triplicata). Com o auxílio de alça de

Drigalski, o inóculo foi espalhado cuidadosamente por toda superfície do meio, até sua

completa absorção.

As placas foram incubadas invertidas, à temperatura ambiente, por 5 dias. A contagem

das colônias seguiu as normas descritas no Anexo IV “Procedimentos para a contagem de

colônias”, de Brasil (2003). Os resultados foram expressos em UFC/g (unidades formadoras

de colônias por grama).

4.2.2.2 Número mais provável de coliformes totais e fecais

Para verificar a presença de coliformes totais e fecais, foi utilizado o caldo lauril

sulfato de sódio. A presença de coliformes é evidenciada pela formação de gás nos tubos de

Durhan, produzido pela fermentação da lactose contida no meio. Para a confirmação da

presença de coliformes totais ou fecais foram utilizados os caldos verde brilhante bile 2%

lactose (VB) e Escherichia coli (EC). O resultado final é expresso em NMP/g (número mais

provável por grama).

Os caldos lauril sulfato de sódio e EC apresentam, em sua composição, uma mistura

de fosfatos que lhes confere um poder tamponante, impedindo a acidificação. A seletividade

do caldo lauril sulfato de sódio é devida a seu efeito surfactante aniônico, que atua na

membrana citoplasmática de microrganismos Gram positivos, inibindo o seu crescimento. O

caldo verde brilhante bile 2% lactose apresenta em sua composição bile bovina e um corante

derivado do trifenilmetano (verde brilhante), responsáveis pela inibição dos microrganismos

Gram positivos. A seletividade do caldo EC se deve à presença de sais biliares, responsáveis

pela inibição dos microrganismos Gram positivos(BRASIL, 2003).

Os caldos foram preparados conforme as recomendações do fabricante e dispostos em

tubos de ensaio com tampa. Em cada tubo com caldo, foi introduzido um tubo de Durhan

invertido. Os tubos foram então autoclavados, resfriados e inoculados.

Para a inoculação, foram preparadas as diluições 10

-2

e 10

-3

em água peptonada 0,1%,

a partir da diluição 10

-1

utilizada na análise de bolores e leveduras. De cada diluição,

adicionou-se 1mL a três tubos com caldo lauril sulfato de sódio, totalizando 9 tubos para cada

amostra. Cada tubo foi invertido para a homogeneização e eliminação das bolhas de dentro do

tubo de Durhan. Foram incubados a 35ºC, procedendo-se a leitura com 24 e 48 horas de

incubação. Dos tubos positivos (com bolhas dentro dos tubos de Durhan), foi tranferida uma

alçada para um tubo com caldo EC e outra alçada para um tubo com caldo VB. Procedeu-se a

leitura com 24 horas de incubação a 35ºC. O número de tubos positivos VB e EC de cada

amostra foi aplicado à tabela Número Mais Provável do Anexo III em Brasil (2003).

4.2.2.3 Pesquisa de Salmonella sp

A pesquisa de salmonela consiste nas etapas de pré-enriquecimento, enriquecimento

seletivo, isolamento e seleção.

Para o pré-enriquecimento, foram pesados assepticamente 25g de amostra e diluídos

em 225mL de caldo lactosado, incubando-se a 35ºC por 24 horas.

Para o enriquecimento seletivo, inoculou-se 1mL do caldo de pré-enriquecimento em

10mL dos caldos selenito-cistina e tetrationato. No caldo selenito-cistina, o agente inibidor

selenito de sódio atua inibindo os coliformes e enterococos. No caldo tetrationato, a

seletividade é conferida pelo tetrationato e pelo verde brilhante. Os caldos foram incubados a

35ºC por 24 horas.

Para o isolamento, foram feitas estrias de cada caldo de enriquecimento seletivo em

placas com os seguintes meios: ágar BS (Bismuto-sulfito), ágar XLD (xilose, lisina e

desoxicolato) e ágar SS (Salmonella – Shiguella). As placas foram incubadas, também a 35ºC

por 24 horas. O desenvolvimento de colônias típicas evidencia a presença de salmonela na

amostra pesquisada.

Os resultados devem ser expressos com “ausência em 25g” ou “presença em 25g”.

4.2.3 Análise da atividade antimicrobiana

Foi determinada a atividade antimicrobiana das amostras de mel frente a Escherichia

coli e Staphylococcus aureus, pelo método de cilindros em placa, conforme descrito em

Esmerino et al. (2004).

O meio de cultura utilizado foi o Ágar Müller Hinton, sendo adotados os seguintes

procedimentos:

- As cepas de Escherichia coli e Staphylococcus aureus, conservadas a –10ºC em caldo

BHI com glicerol foram estriadas e placas com ágar Müller-Hinton (preparado

conforme instruções do fabricante) e incubadas a 35ºC por 24 horas;

- Para cada microrganismo foi preparada uma suspensão bacteriana em solução salina

0,9%, com alçadas da respectiva cultura de 24 horas, até a obtenção de uma leve

turvação, correspondente ao nº5 na Escala de MacFarland (turvação referência obtida

na reação entre 9,95mL de H

1% e 0,05mL de BaCl

1%);

- Previamente sobre placas de Petri foram vertidos 14mL do meio estéril;

- À parte, foram preparados dois erlenmeyers com meio Müller-Hinton; um para

inocular a suspensão de Escherichia coli e o outro para inocular a suspensão de

Staphylococcus aureus. Para cada 100mL de meio adicionou-se 0,1mL de suspensão

bacteriana. Na inoculação, o meio de cultura deve estar líquido, porém frio o

suficiente para não eliminar as células bacterianas (entre 40 e 45ºC);

- Imediatamente após a inoculação, foram dispostos uniformemente 6mL do meio sobre

cada placa previamente preparada, com 14mL de ágar Müller-Hinton já solidificado,

totalizando, assim, 20mL de meio de cultura em cada placa. Esta deve ser uma

operação rápida, pois o ágar pode solidificar dentro da pipeta. Portanto, deve-se

inocular uma suspensão bacteriana de cada vez;

- Com o ágar solidificado, as placas foram identificadas e sobre cada uma delas foram

dispostos 3 cilindros esterilizados, conforme apresentado na Figura 7. Os cilindros não

devem ser pressionados contra o ágar, para não prejudicar a difusão da amostra;

- Dentro de cada cilindro foram depositados 0,1mL da solução 1:3 de mel em água

deionizada estéril. A proporção 1:3 foi escolhida após diversos testes, que avaliaram a

melhor difusão da amostra no meio e a melhor definição dos halos;

- Sobre a tampa de cada placa foi posicionado um papel de filtro estéril, para absorver a

umidade produzida pelo desenvolvimento bacteriano dentro da placa;

- As placas foram tampadas cuidadosamente, sem pressionar os cilindros e incubadas

sem inversão, a 35ºC por 16 horas. Após este período, procedeu-se a leitura do

diâmetro dos halos de inibição. Os valores foram expressos em milímetros. Quanto

maior os halos, maior a atividade antimicrobiana da amostra.

Figura 7 – Disposição dos cilindros sobre a placa de ágar Müller-Hinton.

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO

Os resultados obtidos por amostras estão apresentados na Tabela 9. Optou-se por

apresentar os resultados desta forma porque a avaliação da qualidade de uma amostra de mel

se dá através da análise de um conjunto de dados. Não se pode afirmar se o mel é puro, se foi

convenientemente manipulado ou armazenado através da análise individual de cada

parâmetro.

O resumo estatístico dos dados encontra-se na Tabela 10. Na seqüência, é apresentada

a discussão de cada parâmetro analisado. Geralmente a florada influencia significativamente

as características físico-químicas do mel; assim, foram comparadas as origens florais das

amostras com seus resultados físico-químicos, e também com os de atividade antimicrobiana.

Os méis classificados como silvestres não sofreram o mesmo tratamento, pois devido à grande

diversidade de espécies que podem ter contribuído com suas constituições, é grande também a

diversidade de suas características físico-químicas, e tal comparação não teria sentido.

A qualidade microbiológica está relacionada com as condições higiênicas de produção

e manipulação das amostras. Envolve, portanto, um contexto mais social do que botânico.

Assim, os resultados microbiológicos foram comparados à micro-região e município onde as

amostras foram produzidas, de maneira a buscar a caracterização de qualidade mais autêntica

possível.

Tabela 9 – Resultados das análises realizadas

(continua)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 1 2 3 4 5

Análises físico-químicas

Umidade (%)

15,59 16,27 17,39 17,31 15,83

Açúcares redutores (%)

64,80 71,36 68,58 67,53 71,94

Sacarose aparente (%)

5,15 4,38 4,04 4,47 3,21

Sólidos Insolúveis (%)

0,10 0,00 0,05 0,00 0,00

Minerais (%)

0,56 0,09 0,45 0,41 0,06

Acidez (mEq/Kg)

43,73 21,45 49,51 51,16 28,88

4,69 4,03 4,49 4,21 3,90

Índice de diastase

20,70 6,25 15,98 15,50 2,95

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

8,68 1,06 3,60 1,23 1,43

Classificação de origem

melato floral melato floral floral

Cor (mmPfund)

129,17 38,92 69,75 73,09 36,69

Cor

Âmbar

escuro

Âmbar

extra-claro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

15,50 28,00 11,00 34,00 21,00

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

19 21 22 19 21

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

44 40 38 42 40

Identificação da amostra

Florada predominante

Canela-

guaiacá

Capixingui

Silvestre

Canela-

guaiacá

Capixingui

Procedência

Ortigueira

São José da

Boa Vista

Micro-região de procedência

3 3 3 3 2

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 6 7 8 9 10

Análises físico-químicas

Umidade (%)

17,56 20,44 19,31 18,80 17,69

Açúcares redutores (%)

73,44 58,75 69,89 65,76 69,12

Sacarose aparente (%)

0,29 13,95 7,41 5,59 3,81

Sólidos Insolúveis (%)

0,05 0,01 0,04 0,03 0,09

Minerais (%)

0,11 0,34 0,48 0,05 0,29

Acidez (mEq/Kg)

36,30 62,71 42,90 31,19 43,43

3,98 3,97 4,39 4,20 4,62

Índice de diastase

7,18 19,28 14,21 12,49 31,06

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

9,37 2,04 4,13 3,95 4,52

Classificação de origem

floral melato floral floral floral

Cor (mmPfund)

28,15 89,06 67,15 77,55 155,54

Cor

Branco Âmbar

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

escuro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e lev

eduras

(ufc/g x 10

)

4,00 33,50 7,00 5,33.100 6,50

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

20 23 21 22 19

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

40 42 42 32 40

Identificação da amostra

Florada predominante

Aroeira Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

São José da

Boa Vista

Teixeira

Soares

Ponta

Grossa

Palmeira Palmeira

Micro-região de procedência

2 4 1 1 1

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 11 12 13 14 15

Análises físico-químicas

Umidade (%)

17,55 18,23 19,38 19,94 20,48

Açúcares redutores (%)

71,43 72,49 71,43 71,96 72,22

Sacarose aparente (%)

4,51 5,83 4,79 4,01 4,04

Sólidos Insolúveis (%)

0,04 0,04 0,02 0,07 0,01

Minerais (%)

1,68 0,05 1,06 0,08 0,24

Acidez (mEq/Kg)

33,00 37,13 28,05 26,40 33,00

4,93 4,00 4,72 4,23 4,29

Índice de diastase

31,92 12,07 24,05 9,37 33,87

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

4,44 0,37 4,17 0,63 11,94

Classificação de origem

melato floral melato floral floral

Cor (mmPfund)

68,26 51,55 62,69 28,89 48,58

Cor

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Branco

Âmbar

extra-claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

14,00 9,00 5,33 16,50 5,50

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

18 18 21 21 20

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

36 40 32 38 40

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre Eucalípto

Procedência

Ponta

Grossa

Tibagi

Ponta

Grossa

Ponta

Grossa

Tibagi

Micro-região de procedência

1 3 1 1 3

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 16 17 18 19 20

Análises físico-químicas

Umidade (%)

18,32 17,44 19,76 17,44 17,98

Açúcares redutores (%)

76,90 72,22 73,03 75,00 69,70

Sacarose aparente (%)

2,05 5,49 4,13 0,92 10,63

Sólidos Insolúveis (%)

0,06 0,08 0,03 0,06 0,01

Minerais (%)

0,23 0,74 0,55 0,62 0,65

Acidez (mEq/Kg)

41,99 28,05 41,25 32,38 53,30

4,33 4,95 4,40 4,64 4,36

Índice de diastase

22,79 21,48 14,95 16,58 23,42

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

12,43 9,97 2,01 4,44 7,17

Classificação de origem

floral melato floral floral melato

Cor (mmPfund)

80,52 80,14 66,03 37,06 78,66

Cor

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Âmbar

Claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

1,00 13,00 5,50 8,50 5,00

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

21 21 22 20 19

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

36 40 44 39 36

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

Ipiranga

Ponta

Grossa

Reserva

Cândido

Abreu

Ponta

Grossa

Micro-região de procedência

4 1 3 3 1

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 21 22 23 24 25

Análises físico-químicas

Umidade (%)

19,48 18,54 18,62 18,18 18,68

Açúcares redutores (%)

78,33 70,50 71,65 73,44 71,57

Sacarose aparente (%)

5,70 14,70 6,35 7,04

5,94

Sólidos Insolúveis (%)

0,03 0,00 0,05 0,04 0,00

Minerais (%)

0,35 0,55 0,30 0,21 1,04

Acidez (mEq/Kg)

39,88 33,56 39,09 26,85 36,08

4,18 4,81 4,21 4,17 4,34

Índice de diastase

18,28 13,24 16,12 9,32 22,38

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

46,80 12,63 18,54 9,37 5,11

Classificação de origem

floral melato floral floral melato

Cor (mmPfund)

89,43 70,49 76,06 58,23 61,20

Cor

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

4,50 12,00 10,00 14,00 17,00

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

23 21 20 21 21

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

38 36 41 36 40

Identificação da amostra

Florada predominante

Eucalípto Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

Ponta

Grossa

Ponta

Grossa

Ponta

Grossa

Campo

Largo

Ponta

Grossa

Micro-região de procedência

1 1 1 1 1

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 26 27 28 29 30

Análises físico-químicas

Umidade (%)

19,58 17,68 17,58 17,78 19,58

Açúcares redutores (%)

72,21 70,01 72,87 66,24 64,38

Sacarose aparente (%)

3,58 1,79 1,61 3,28 12,06

Sólidos Insolúveis (%)

0,05 0,05 0,06 0,03 0,00

Minerais (%)

0,59 1,06 0,28 0,58 0,21

Acidez (mEq/Kg)

24,91 23,20 12,63 27,64 26,85

4,66 4,89 4,21 4,39 4,36

Índice de diastase

21,85 24,53 3,59 19,10 18,95

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

3,77 4,48 6,55 8,30 18,64

Classificação de origem

floral melato floral

melato melato

Cor (mmPfund)

49,69 112,83 -7,87 70,86 47,46

Cor

Âmbar

extra-claro

Âmbar

Branco-

água

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

14,50 11,50 22,00 3,00 5,67

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

21 18 29 24 26

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

42 40 37 34 40

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Silvestre Laranjeira

Silvestre Silvestre

Procedência

Castro Castro Castro

Ponta

Grossa

Ponta

Grossa

Micro-região de procedência

1 1 1 1 1

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 31 32 33 34 35

Análises físico-químicas

Umidade (%)

18,08 18,68 21,18 17,78 17,78

Açúcares redutores (%)

62,14 69,70 71,57 74,91 73,54

Sacarose aparente (%)

6,05 6,65

3,51 6,14 1,64

Sólidos Insolúveis (%)

0,05 0,00 0,00 0,00 0,10

Minerais (%)

0,13 0,16 0,07 0,19 0,38

Acidez (mEq/Kg)

23,30 26,06 30,40 23,69 18,56

4,43 4,93 3,78 4,60 4,36

Índice de diastase

21,26 27,63 22,69 18,04 25,73

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

24,19 5,25 4,94 11,49 7,78

Classificação de origem

melato floral floral floral floral

Cor (mmPfund)

109,11 77,55 33,72 93,14 78,29

Cor

Âmbar

Claro

Branco Âmbar

Âmbar

Claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

1,33 1,67 2,67 1,67 4,33

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

17 28 30 28 31

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

37 35 34 33 35

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

Ponta

Grossa

Imbaú

Ponta

Grossa

Ponta

Grossa

Ponta

Grossa

Micro-região de procedência

1 3 1 1 1

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 36 37 38 39 40

Análises físico-químicas

Umidade (%)

18,18 18,58 17,58 17,98 19,78

Açúcares redutores (%)

71,25 75,62 76,70 74,22 69,10

Sacarose aparente (%)

5,36 3,37 0,17 5,26 3,58

Sólidos Insolúveis (%)

0,06 0,05 0,06 0,22 0,01

Minerais (%)

0,20 0,04 0,58 0,09 0,28

Acidez (mEq/Kg)

22,90 10,27 20,14 18,56 22,11

4,05 3,77 4,39 3,88 4,03

Índice de diastase

30,81 11,86 47,14 15,72 21,39

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

13,85 3,70 11,62 6,45 5,38

Classificação de origem

floral floral floral floral floral

Cor (mmPfund)

54,89 23,32 52,66 41,89 59,72

Cor

Âmbar

Claro

Branco

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Âmbar

Claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

1,33 2,33 1,00 3,33 5,00

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

21 21 20 18 16

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

41 43 36 36 21

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Capixingui

Eucalípto Silvestre Silvestre

Procedência

Ponta

Grossa

Ortigueira

Castro

Ponta

Grossa

Campo

Largo

Micro-região de procedência

1 3 1 1 1

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 41 42 43 44 45

Análises físico-químicas

Umidade (%)

18,40 19,72 17,00 18,92 18,00

Açúcares redutores (%)

81,61 77,59 75,43 76,90 65,35

Sacarose aparente (%)

0,00 3,82 1,97 1,46 7,51

Sólidos Insolúveis (%)

0,10 0,09 0,10 0,00 0,03

Minerais (%)

0,42 0,61 0,19 0,12 0,03

Acidez (mEq/Kg)

14,21 12,24 27,64 22,90 32,04

4,64 4,97 4,02 4,01 3,84

Índice de diastase

6,80 18,00 5,99 4,38 6,38

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

3,13 2,42 11,45 4,27 22,14

Classificação de origem

floral floral floral floral floral

Cor (mmPfund)

38,92 52,66 69,00 34,84 46,35

Cor

Âmbar

extra-claro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Âmbar

extra-claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

5,33 5,67 6,33 1,67 0,50

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

16 29 24 18 21

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

37 34 38 34 38

Identificação da amostra

Florada predominante

Eucalípto Bracatinga

Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

Campo

Largo

Campo

Largo

Campo

Largo

Campo

Largo

Palmeira

Micro-região de procedência

1 1 1 1 1

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 46 47 48 49 50

Análises físico-químicas

Umidade (%)

20,60 21,00 17,80 19,20 20,80

Açúcares redutores (%)

67,02 67,36 75,14 64,13 74,22

Sacarose aparente (%)

6,25 7,51 0,00 10,25 1,33

Sólidos Insolúveis (%)

0,03 0,10 0,01 0,02 0,00

Minerais (%)

0,01 0,22 0,47 0,33 0,53

Acidez (mEq/Kg)

27,71 32,77 21,72 36,32 17,77

3,82 4,37 5,19 4,16 4,63

Índice de diastase

3,87 8,21 24,15 17,07 19,21

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

3,73 49,46 5,49 11,91 50,73

Classificação de origem

floral floral floral melato floral

Cor (mmPfund)

31,49 71,23 86,83 79,40 45,23

Cor

Branco

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

7,00 0,33 0,00 1,33 1,67

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

19 23 21 22 21

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

34 31 33 34 33

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Silvestre Erva-Mate

Silvestre Eucalípto

Procedência

Palmeira Castro Ivaí Ivaí Ortigueira

Micro-região de procedência

1 1 4 4 3

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 51 52 53 54 55

Análises físico-químicas

Umidade (%)

17,96 17,76 17,96 19,36 18,76

Açúcares redutores (%)

64,29 67,31 70,00 65,90 66,74

Sacarose aparente (%)

0,89 1,40 1,51 2,17 7,18

Sólidos Insolúveis (%)

0,02 0,00 0,03 0,09 0,04

Minerais (%)

0,49 0,45 0,26 0,53 0,10

Acidez (mEq/Kg)

29,22 19,74 22,51 36,72 22,90

4,21 4,51 4,32 4,36 3,81

Índice de diastase

27,46 16,15 12,02 18,55 6,67

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

3,72 58,58 58,62 11,93 46,55

Classificação de origem

melato melato

floral melato floral

Cor (mmPfund)

68,26 45,23 72,35 69,00 32,61

Cor

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Branco

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

0,67 51,00 16,00 5,67 5,33

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

3 NMP/g

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

21 22 18 20 21

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

33 43 34 30 35

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Eucalípto Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

Ortigueira

Imbituva Imbituva

Micro-região de procedência

3 3 3 4 4

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 56 57 58 59 60

Análises físico-químicas

Umidade (%)

16,96 17,60 15,56 16,84 18,44

Açúcares redutores (%)

66,46 58,77 60,11 62,01 63,00

Sacarose aparente (%)

0,27 0,00 2,74 0,70 1,15

Sólidos Insolúveis (%)

0,00 0,00 0,00 0,04 0,02

Minerais (%)

0,24 1,29 0,44 0,13 0,94

Acidez (mEq/Kg)

17,77 30,08 18,70 27,24 24,80

4,43 4,51 3,60 4,28 4,46

Índice de diastase

6,60 21,60 3,35 10,42 24,95

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

6,36 7,26 4,27 4,88 7,16

Classificação de origem

melato melato melato melato melato

Cor (mmPfund)

71,60 89,06 28,89 93,51 141,05

Cor

Âmbar

Claro

Âmbar Branco Âmbar

Âmbar

escuro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

4,00 10,67 35,33 6,00 17,67

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

20 18 18 21 21

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

39 33 32 41 36

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre Bracatinga

Procedência

Imbituva Lapa Lapa Lapa Lapa

Micro-região de procedência

4 5 5 5 5

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 61 62 63 64 65

Análises físico-químicas

Umidade (%)

19,88 16,80 19,72 19,00 18,36

Açúcares redutores (%)

61,05 61,28 59,89 60,81 61,28

Sacarose aparente (%)

0,24 2,11 1,78 5,10 7,69

Sólidos Insolúveis (%)

0,07 0,01 0,04 0,01 0,01

Minerais (%)

0,38 0,03 0,09 0,55 0,77

Acidez (mEq/Kg)

33,74 33,33 25,61 30,89 18,70

4,49 4,30 3,96 4,19 3,92

Índice de diastase

17,85 14,10 6,52 22,17 14,58

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

7,15 10,64 6,51 14,02 4,94

Classificação de origem

melato

Cor (mmPfund)

74,57 79,77 31,12 67,89 42,26

Cor

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Branco

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

5,00 19,00 9,67 6,67 5,00

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

20 18 19 23 20

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

38 34 34 35 36

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

Lapa Tibagi Tibagi Rio Negro

São José da

Boa Vista

Micro-região de procedência

5 3 3 5 2

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 66 67 68 69 70

Análises físico-químicas

Umidade (%)

19,68 19,24 17,38 21,58 18,58

Açúcares redutores (%)

63,25 64,81 65,76 71,59 70,95

Sacarose aparente (%)

3,85 4,93 3,15 1,58 0,30

Sólidos Insolúveis (%)

0,00 0,01 0,08 0,03 0,06

Minerais (%)

0,61 0,42 0,43 0,24 0,10

Acidez (mEq/Kg)

18,29 12,20 32,11 28,05 15,45

3,89 3,83 4,15 3,85 3,80

Índice de diastase

13,22 5,04 36,06 27,77 1,19

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

7,02 8,68 21,26 1,56 6,46

Classificação de origem

melato floral melato floral floral

Cor (mmPfund)

36,69 39,29 78,29 43,75 -7,13

Cor

Âmbar

extra-claro

Âmbar

extra-claro

Âmbar

Claro

Âmbar

extra-claro

Branco-

água

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e l

eveduras

(ufc/g x 10

)

13,67 13,00 2,50 34,00 52,33

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

20 21 22 22 22

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

38 33 35 34 32

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Capixingui

Laranjeira

Procedência

São José da

Boa Vista

São José da

Boa Vista

Palmeira Arapoti Arapoti

Micro-região de procedência

2 2 1 2 2

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(continuação)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 71 72 73 74 75

Análises físico-químicas

Umidade (%)

18,18 18,58 20,58 15,80 18,60

Açúcares redutores (%)

67,31 64,29 65,08 82,37 78,75

Sacarose aparente (%)

0,00 4,55 0,52 0,00 1,53

Sólidos Insolúveis (%)

0,01 0,03 0,01 0,03 0,05

Minerais (%)

0,52 0,83 0,53 0,28 0,14

Acidez (mEq/Kg)

19,92 39,40 43,72 27,27 39,83

4,75 4,80 4,40 5,35 3,86

Índice de diastase

21,70 30,62 29,56 16,70 17,80

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

1,07 15,62 16,52 9,57 10,48

Classificação de origem

melato melato melato

floral floral

Cor (mmPfund)

51,92 121,00 76,06 74,95 60,46

Cor

Âmbar

Claro

Âmbar

escuro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Âmbar

Claro

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

42,33 4,50 1,50 1,50 3,50

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

23 17 19 19 19

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

31 32 34 35 32

Identificação da amostra

Florada predominante

Eucalípto Silvestre Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

Arapoti

Campo do

Tenente

Campo do

Tenente

Jaguariaíva

Piraí do Sul

Micro-região de procedência

2 5 5 2 2

Tabela 9 –Resultados das análises realizadas

(conclusão)

Legenda:

Em desacordo com a legislação

Amostras 76 77 78 79 80

Análises físico-químicas

Umidade (%)

18,52 17,12 17,12 17,32 18,12

Açúcares redutores (%)

78,75 81,19 76,83 76,83 73,26

Sacarose aparente (%)

2,31 1,62 0,00 1,82 0,00

Sólidos Insolúveis (%)

0,08 0,04 0,07 0,00 0,00

Minerais (%)

0,20 0,11 0,02 0,14 0,01

Acidez (mEq/Kg)

26,24 24,69 25,72 35,49 25,21

4,28 4,29 4,17 4,18 3,77

Índice de diastase

15,69 10,56 17,91 15,90 5,84

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

4,02 83,83 38,02 19,72 2,03

Classificação de origem

floral floral floral floral floral

Cor (mmPfund)

48,95 98,71 86,09 100,94 30,75

Cor

Âmbar

extra-claro

Âmbar Âmbar Âmbar Branco

Análises microbiológicas

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

3,00 4,67 3,67 5,67 4,00

NMP de coliformes totais

> 3 NMP/g

Capacidade Antimicrobiana

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

22 23 22 23 21

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

31 31 32 32 33

Identificação da amostra

Florada predominante

Silvestre Eucalípto Silvestre Silvestre Silvestre

Procedência

imbaú Imbaú Castro Castro

Ponta

Grossa

Micro-região de procedência

3 3 1 1 1

Tabela 10 – Estatística descritiva

Número de

amostras

Média Mínimo Máximo

Média da

estimativa de

desvio padrão

Amplitude

Umidade (%)

80 18,41 15,56 21,58 - 6,02

Açúcares redutores (%)

80 69,90 58,75 82,37 2,27 23,62

Sacarose aparente (%)

80 3,80 0,00 14,70 1,06 14,7

Sólidos Insolúveis (%)

80 0,04 0,00 0,22 - 0,22

Minerais (%)

80 0,38 0,01 1,68 0,09 1,67

Acidez (mEq/Kg)

80 29,04 10,27 62,71 1,82 52,44

80 4,30 3,60 5,35 - 1,75

Índice de diastase

80 17,10 1,19 47,14 1,11 45,95

Hidroximetilfurfural – HMF

(mg/Kg)

12,37 0,37 83,83 0,38

83,46

Cor (mm Pfund)

80 64,05 -7,87 155,54 - 163,41

Cor

Âmbar

Claro

Branco

água

Âmbar

escuro

Contagem de bolores e leveduras

(ufc/g x 10

)

10,07 0,00 52,33 -

52,33

Halos de inibição (mm)

(

Escherichia coli

)

21,14 16 31 -

Halos de inibição (mm)

(

Staphylococcus aureus

)

36,13 21 44 -

5.1 ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS

5.1.1 Umidade

As amostras foram analisadas como descrito no item 4.2.1.1 e apresentaram valores de

umidade variando entre 15,56% e 21,58%. Conforme apresentado na Figura 8, a maioria delas

(48 amostras) encontra-se na faixa de umidade entre 17% e 19%.

Figura 8 – Faixas de variação de umidade das amostras analisadas

A umidade é o critério de qualidade que determina a capacidade do mel de se manter

estável e livre de fermentação. Quanto maior a umidade, maior a probabilidade do mel

fermentar durante seu armazenamento (BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997;

BOGDANOV et al., 1999; CRANE, 1983).

Altos conteúdos de umidade podem evidenciar uma colheita prematura do mel, em um

momento em que os favos ainda não estejam totalmente operculados e o mel ainda não esteja

“maduro”, isto é, quando o néctar ou melato ainda não foi completamente transformado. Por

sua capacidade higroscópica, o mel pode também absorver água durante um armazenamento

inadequado, em locais úmidos e embalagens mal fechadas. Pequenas porções de mel

acondicionadas em grandes embalagens tendem absorver água ao entrarem em equilíbrio com

a umidade do ar. Silva; Queiroz e Figueirêdo (2004) verificaram ainda que é provável que

4 amostras -

16 a 17% de

umidade

4 amostras -

15 a 16% de

umidade

8 amostras -

mais de 20%

de umidade

25 amostras -

17 a 18% de

umidade

23 amostras -

18 a 19% de

umidade

16 amostras -

19 a 20% de

umidade

méis produzidos durante a época chuvosa apresentem maior umidade em função da saturação

do ar e do grande fluxo de néctar mais diluído que ocorre logo após as chuvas.

Oito amostras apresentaram valores acima do permitido pela legislação (20%)

(BRASIL, 2000). A legislação brasileira é mais restritiva quanto ao teor de umidade do que a

européia, que permite conteúdos de até 21% (BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997).

Isto se deve provavelmente porque o clima no Brasil é mais quente do que na Europa, e em

condições brasileiras, umidades acima de 20% mostram-se propícias à fermentação. O Codex

Alimentarius (CODEX ALIMENTARIUS COMMISSION, 2001) estabelece o limite de 20%

de umidade, assim como a legislação brasileira e do Mercosul (MERCOSUL, 1999). Em

muitas organizações européias, como na Alemanha, Bélgica, Áustria, Itália, Suíça e Espanha

são utilizados conteúdos máximos de umidade de 17,5% a 18,5%, para classes especiais de

mel (BOGDANOV et al., 1999).

A Figura 9 relaciona a umidade com a origem floral das amostras. As amostras

classificadas como silvestres apresentaram teores de umidade variando de 15,56% a 21,18%.

Figura 9 – Teores de umidade de acordo com origem floral de cada amostra

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

6 42 60 1 4 2 5 37 67 69 48 15 21 38 41 50 52 71 77 28 70

Amostras

Umidade (%)

Aroeira

Bracatinga

Canela-guaiacá

Capixingui

Erva-Mate

Eucalípto

Laranjeira

Umidade (%) Média por floradas

As amostras de canela-guaiacá apresentaram os menores teores de umidade. A origem

botânica pode influenciar o teor de umidade da amostra pela característica do néctar, com

maior ou menor concentração de açúcares; um néctar mais concentrado dá origem a um mel

com menor umidade. A origem botânica, porém, é apenas uma das variáveis envolvidas na

definição da umidade do mel. Estão relacionados ainda: a umidade relativa do ar, a

temperatura e o índice de precipitação na época de florada, a quantidade de néctar disponível,

as demais fontes contribuintes de néctar ou melato, a maturidade do mel na época de colheita

(quantidade de favos operculados) e as condições de manipulação do mel pelo apicultor.

Stonoga e Freitas (1991) encontraram teores de umidade entre 16% e 19% em méis do

Paraná, Santa Catarina e Pernambuco; o teor mais alto foi encontrado na amostra de

Pernambuco. Komatsu (1996) verificou umidades variando de 16,6% a 20,2% em méis de

eucalipto e de 16,4% a 21,5% em méis de laranjeira. Em méis de São Paulo, Vilhena e

Almeida-Muradian (1999a) encontraram umidades entre 15,2% e 16,8% para méis de

laranjeira, 16,0% e 20% para méis silvestres e 16,2% em uma amostra declarada como de

eucalipto. Em um estudo sobre méis do litoral norte do estado da Bahia, Sodré; Marchini e

Carvalho (2002) verificaram valores de umidade variando de 17,66% a 22,9%, sem

especificarem a origem botânica das amostras. Marchini; Moreti e Silveira Neto (2003)

obtiveram teores de umidade entre 21,8% e 24,4% em méis monoflorais de eucalipto,

produzidos na Universidade de São Paulo. Em outro estudo, Marchini; Moreti e Otsuk (2005)

encontraram valores de umidade entre 16,00% e 23,40% em méis de florada silvestre e entre

19,30% e 22,4% em méis de flores de eucalipto. Em méis da região de Blumenau-SC,

Kretzschmar e Christen (2005) encontraram resultados de umidade de 15 a 20%, sem

especificarem as floradas correspondentes. Nota-se que diversos autores encontraram

umidades relativamente altas em méis de flores de eucalipto. Não foram encontrados

resultados de análises físico-químicas em méis de flores de aroeira, bracatinga, capixingui,

erva-mate e canela-guaiacá.

O método refratométrico é o mais recomendado para análise da umidade no mel, e

para a conversão do índice de refração em teor de umidade, diversas literaturas recomendam o

uso da Tabela de Chataway (MORETTO et al., 2002; VILHENA; ALMEIDA-MURADIAN,

1999b). A AOAC (2000) e a European Honey Commission (BOGDANOV; MARTIN;

LÜLLMANN, 1997) recomendam o uso de uma tabela desenvolvida por Wedmore a partir

dos dados de Chataway (Tabela 8). Esta nova tabela difere ligeiramente da Tabela de

Chataway, principalmente em seus valores extremos: nos índices de refração referentes às

umidades entre 13 e 17% e superiores a 19,4%. Como a diferença é pequena (no máximo

0,0004 a mais ou a menos nos índices de refração) e como a maioria das amostras de mel

encontra-se na faixa de umidade em que as duas tabelas são idênticas, em termos práticos,

pode-se utilizar uma ou outra tabela sem grandes problemas. Neste estudo, porém, preferiu-se

utilizar a tabela modificada por Wedmore, inclusive por ser mais abrangente que a Tabela de

Chataway e incluir valores de umidade acima de 21%.

Além do método refratométrico, a AOAC recomenda também um método de secagem

direta, a 60ºC em pressão reduzida (AOAC, 2000) e o Instituto Adolfo Lutz recomenda a

secagem convencional a 105ºC (SÃO PAULO, 1985). Porém, a secagem a 105ºC de materiais

açucarados pode caramelizar a amostra, resultando em erro de medida. E ainda, alguns

açúcares, como a frutose, decompõem-se em temperaturas ao redor de 70ºC, liberando água

(CECCHI, 1999; MORETTO, 2002). A Tabela 11 compara os resultados do teor de umidade,

de 33 amostras, pelo método refratométrico e gravimétrico em estufa a 105ºC.

Tabela 11 – Comparação de resultados de umidade entre os métodos refratométrico e

gravimétrico.

Amostras

Umidade (%)

(estufa a 105ºC)

Umidade (%)

(refratômetro)

Diferença

1 15,62 15,59 0,03

2 16,65 16,27 0,38

3 17,85 17,39 0,46

4 18,15 17,31 0,84

5 17,3 15,83 1,47

6 18,94 17,56 1,38

7 22,22 20,44 1,78

8 21,41 19,31 2,10

9 20,19 18,80 1,39

10 19,98 17,69 2,29

11 20,92 17,55 3,37

12 18,41 18,23 0,18

13 24 19,38 4,62

14 21 19,94 1,06

15 19,33 20,48 -1,15

17 17,74 17,44 0,30

18 21,4 19,76 1,64

19 14,45 17,44 -2,99

20 19,63 17,98 1,65

21 18,86 19,48 -0,62

22 17,82 18,54 -0,72

23 17,79 18,62 -0,83

24 18,5 18,18 0,32

25 20,83 18,68 2,15

26 20,17 19,58 0,59

27 18,24 17,68 0,56

28 16,08 17,58 -1,50

29 18,3 17,78 0,52

30 18,09 19,58 -1,49

31 17,62 18,08 -0,46

32 18,01 18,68 -0,67

33 21,26 21,18 0,08

34 17,25 17,78 -0,53

Tendo como referência os resultados do método refratométrico, observa-se uma

variação desproporcional dos resultados do método gravimétrico. Dependendo dos demais

constituintes da amostra, podem ocorrer diferentes reações com o aquecimento. Entre

amostras submetidas a mesmos tempos de aquecimento a 105ºC notou-se que algumas

estavam desidratadas, enquanto outras já haviam caramelizado e outras já estavam

praticamente carbonizadas, comprovando que o aquecimento não é o melhor método para

determinação de umidade em mel. Por outro lado, o método refratométrico mostra-se bastante

simples e seguro, e segundo Bogdanov; Martin e Lüllmann (1997), não se considera

necessário o desenvolvimento de métodos alternativos.

5.1.2 Açúcares redutores e sacarose aparente

O teor de açúcares redutores das amostras analisadas conforme descrito no item

4.2.1.2.1 variou de 58,75% a 82,37%. Conforme pode ser observado na Figura 10, a maioria

das amostras apresentou teores de açúcares redutores entre 65 e 75%.

Figura 10 – Variação dos teores de açúcares redutores nas amostras analisadas

As estimativas de desvio padrão variaram de 0,44 a 4,99, com uma média de 2,27,

conforme apresentado na Figura 11.

Figura 11 – Estimativas do desvio padrão na análise de açúcares redutores

12 amostras

75 a 80%

3 amostras

80 a 85%

3 amostras

55 a 60%

15 amostras

60 a 65%

20 amostras

65 a 70%

27 amostras

70 a 75%

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

4,50

5,00

Desvio Padrão média

Já os teores de sacarose aparente, analisados conforme descrito no item 4.2.1.2.2,

variaram de 0 a 14,7%, e a distribuição das amostras entre as faixas de variação apresentou-se

bastante homogênea até cerca de 8% de sacarose (Figura 12); de 8 a 15% de sacarose,

verificou-se uma pequena incidência de amostras, representadas pela fatia destacada do

gráfico. Este resultado confere com as observações de Azeredo; Azeredo e Damasceno

(1999), que na análise de 60 amostras de mel do município de São Fidélis (RJ) verificaram

que em geral o teor de sacarose não ultrapassa 8%.

A faixa de 1 a 2% de sacarose foi a que apresentou maior incidência (14 amostras).

Figura 12 – Variação dos teores de sacarose aparente nas amostras analisadas

As estimativas de desvio padrão para sacarose aparente variaram de 0,00 a 4,3, com

uma média de 1,06, conforme apresentado na Figura 13.

Figura 13 - Estimativas do desvio padrão na análise de sacarose aparente

6 amostras

7 a 8%

5 amostras

8 a 15%

5 amostras

6 a 7%

9 amostras

5 a 6%

10 amostras

4 a 5%

10 amostras

3 a 4%

5 amostras

2 a 3%

14 amostras

1 a 2%

9 amostras

0 a 1%

7 amostras

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

4,50

5,00

Desvio Padrão Média

A legislação brasileira (BRASIL, 2000) estabelece dois diferentes limites para os

teores de açúcares redutores e sacarose aparente, respeitando a origem do mel: floral ou de

melato, cuja classificação será discutida posteriormente. Os limites da legislação são os já

descritos na Tabela 7:

- Mínimo de 65% de açúcares redutores no mel floral;

- Mínimo de 60% de açúcares redutores no mel de melato;

- Máximo de 6% de sacarose aparente no mel floral;

- Máximo de 15% de sacarose aparente no mel de melato.

Descontando a margem de erro estabelecida pela estimativa de desvio padrão de cada

amostra (+ ou – S a partir do resultado obtido), sete amostras apresentaram resultados fora da

legislação: a amostra 7 para açúcares redutores e as amostras 24, 32, 45, 46, 47 e 55 para

sacarose aparente.

A legislação internacional difere da brasileira em alguns quesitos (Tabela 12):

Tabela 12 – Padrões nacionais e internacionais para açúcares redutores e sacarose aparente

European Honey Commission

(BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN,

1997)

CODEX

ALIMENTARIUS

COMMISSION (2001)

MERCOSUL

(1999)

Açúcares redutores

(mel floral)

Mínimo 65% Mínimo 60% Mínimo 65%

Açúcares redutores

(mel de melato)

Mínimo 60% Mínimo 45% Mínimo 60%

Sacarose aparente

(mel floral)

Máximo 5% Máximo 5% Máximo 5%

Sacarose aparente

(mel de melato)

Máximo 10% Não especifica Máximo 15%

Para os padrões internacionais citados, nove amostras analisadas estariam fora dos

limites estabelecidos para sacarose aparente.

Diferentes teores de umidade podem causar falsas impressões de maiores ou menores

quantidades de açúcares, que são os constituintes mais expressivos no mel. Assim, optou-se

por apresentar na Figura 14 os resultados de açúcares redutores e sacarose aparente, em base

seca, de acordo com a origem floral declarada para cada amostra.

Figura 14 - Açúcares redutores, sacarose aparente e origem floral das amostras.

Entre as amostras silvestres, os teores de açúcares redutores também em base seca

variaram de 71,19% a 98,83% e de sacarose aparente, de 0,00 a 18,05%. Para efeito de

comparação, os resultados de outros autores também foram convertidos em base seca,

conforme segue.

Os teores encontrados por Stonoga e Freitas (1991) em méis do Paraná, Santa Catarina

e Pernambuco variaram de 76,05% a 93,12% para açúcares redutores e de 0,37% a 2,1% para

sacarose. Komatsu (1996) verificou teores de açúcares redutores variando de 65,1% a 97,9% e

de sacarose entre 0,1% e 33,54% em amostras silvestres; para amostras de laranjeira, os

açúcares redutores variaram de 85,6% a 95,5% e a sacarose, de 0,4% a 6,3%. Para amostras

de eucalipto, a variação de açúcares redutores foi de 82,8% a 93,5% e de sacarose, de 0,1% a

18,4%. Marchini; Moreti e Silveira Neto (2003) obtiveram teores de açúcares redutores de

83,3% a 94,1%, e de sacarose entre 2,5% e 4,2% em méis monoflorais de eucalipto.

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

70,00

80,00

90,00

100,00

110,00

6 42 60 1 4 2 5 37 67 69 48 15 21 38 41 50 52 71 77 28 70

Amostras

(%)

Aroeira

Bracatinga

Canela-guaiacá

Capixingui

Erva-Mate

Eucalípto

Laranjeira

Açúcares redutores Sacarose aparente Média sacarose aparente Média açúcares redutores

A AOAC (2000) recomenda para a análise de açúcares em mel, além do método de

Lane & Eynon, os métodos de Munson-Walker, cromatografia de coluna de carvão e

cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE). O Codex Alimentarius Commission (2001)

recomenda a análise por CLAE, e a European Honey Commission indica os métodos de Lane

& Eynon, CLAE e cromatografia gasosa (BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997).

Silva et al. (2003) compararam diversos métodos para determinação de açúcares

redutores e totais em mel. Os métodos comparados foram: Antrona, ADNS (ácido dinitro

salicílico), complexometria com EDTA (ácido etilenodiaminotetracético), cromatografia em

camada delgada, fenol sulfúrico, Lane & Eynon, Luff-Schoorl, Munson-Walker, refratometria

na escala Brix e Somogyi-Nelson. Para açúcares redutores os métodos Luff-School e Munson-

WalKer foram significativamente diferentes dos demais, apresentando em geral, valores

menores. Para os açúcares totais e sacarose todos os métodos foram significativamente iguais.

Valores de sacarose acima da legislação para méis florais e de melato podem

evidenciar uma colheita prematura, em uma situação onde a sacarose do néctar ainda não foi

totalmente transformada em glicose e frutose; porém, como foi visto na revisão da literatura,

néctares de origens florais diferentes possuem diferentes composições, e alguns méis, mesmo

quando colhidos prematuramente, podem não apresentar teores elevados de sacarose. Altos

teores de sacarose podem ainda ajudar a identificar adulteração por xarope de sacarose

parcialmente invertida. Porém, alguns adulterantes não possuem sacarose (xaropes de glicose

de milho, xaropes de alta frutose ou xaropes de sacarose totalmente invertida), e a adulteração

só poderá ser confirmada com o resultado de outras análises, como HMF e índice de diastase.

5.1.3 Cinzas

As amostras analisadas conforme descrito em 4.2.1.4 apresentaram valores de cinzas

entre 0,01% e 1,68%. O limite da legislação brasileira para mel floral é 0,6%, e para mel de

melato, 1,2%. Estes limites são os mesmos exigidos pela European Honey Commission

(BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997) e pelo Mercosul (1999). A Codex

Alimentarius Commission (2001) não estabelece limites para os teores de cinzas em mel.

Conforme apresentado na Figura 15, a distribuição das amostras entre as faixas de

variação apresentou-se bastante homogênea até 0,6% de cinzas, limite da legislação para mel

floral. Nota-se uma baixa incidência de amostras entre 0,61% e 1,70% de cinzas (apenas 13

amostras em todo o intervalo), representadas pela fatia destacada do gráfico. Até 0,6% de

cinzas, o intervalo de menor incidência de amostras é o de 0,31% a 0,40% de cinzas.

Figura 15 - Variação dos teores de cinzas nas amostras analisadas

As estimativas de desvio padrão na análise de cinzas variaram de 0,00 a 0,53, com

uma média de 0,09, conforme apresentado na Figura 16.

Figura 16 - Estimativas do desvio padrão na análise de cinzas

12 amostras -

0,11 a 0,20%

13 amostras -

0,21 a 0,30%

10 amostras -

0,41 a 0,50%

11 amostras -

0,51 a 0,60%

13 amostras -

0,61 a 1,70%

16 amostras -

0,01 a 0,10%

5 amostras -

0,31 a 0,40%

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6

Desvio Padrão Média

Descontando a margem de erro calculada pela estimativa de desvio padrão de cada

amostra (+ ou – S a partir do resultado obtido), apenas as amostras 11 e 19 ultrapassaram o

limite estabelecido pela legislação.

A Figura 17 apresenta os resultados de cinzas de acordo com a origem floral declarada

para cada amostra. Entre as amostras silvestres, o teor de cinzas variou de 0,01 a 1,68%.

Figura 17 – Teores de cinzas de acordo com origem floral de cada amostra

Vilhena e Almeida-Murandian (1999a) encontraram teores de cinzas em méis de

laranjeira variando de 0,03 a 0,05%, e em uma amostra de eucalipto o teor de 0,37%. Nas

amostras silvestres, os teores variaram de 0,10 a 0,29%. Marchini; Moreti e Silveira Neto

(2003) analisaram méis de cinco diferentes espécies de eucalipto e encontraram teores de

cinzas variando de 0,11 a 0,20%. Marchini; Moreti e Otsuk (2005) obtiveram valores de 0,03

a 0,92% de cinzas em méis silvestres e de 0,07 a 0,32% em méis de eucalipto.

O método oficial recomendado para análise de cinzas em mel é basicamente o mesmo:

queima da amostra em temperatura até 600ºC obtendo massa constante (AOAC, 2000;

BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997). Felsner et al. (2004) avaliaram o conteúdo de

cinzas em mel por termogravimetria com papel de fibra de vidro a 5ºC min

-1

e 10ºC min

-1

;

0,00

0,10

0,20

0,30

0,40

0,50

0,60

0,70

0,80

0,90

1,00

6 42 60 1 4 2 5 37 67 69 48 15 21 38 41 50 52 71 77 28 70

Amostras

Cinzas (%)

Aroeira

Bracatinga

Canela-guaiacá

Capixingui

Erva-Mate

Eucalípto

Laranjeira

Minerais (%) Média por floradas

apenas o método termogravimétrico a 5ºmin

-1

apresentou conteúdos médios de cinzas em

concordância com aqueles obtidos pelo método oficial.

5.1.4 Acidez

As amostras analisadas foram descritas no item 4.2.1.5 e apresentaram valores de

acidez entre 10,27 e 62,71mEq/Kg. Conforme a Figura 18, a maior incidência de amostras foi

percebida entre 25 e 30 mEq/Kg de acidez, e a menor incidência, a partir de 45 mEq/Kg.

Do mesmo modo que nos resultados de cinzas, a distribuição das amostras entre as

faixas de variação apresentou-se bastante homogênea até próximo ao limite da legislação

(50mEq/Kg), com uma sensível queda na incidência a partir deste valor.

Figura 18 – Distribuição das amostras por teores de acidez

As estimativas de desvio padrão para acidez variaram de 0,00 a 4,79, com uma média

de 1,82, conforme apresentado na Figura 19.

Figura 19 - Estimativas do desvio padrão na análise de acidez

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

4,50

5,00

Desvio Padrão Média

10 a 15

15 a 20

20 a 25

25 a 30

30 a 35

35 a 40

40 a 45

45 a 50

50 a 55

55 a 60

60 a 65

Acidez (mEq/Kg)

nº de amostras

Descontando a margem de erro calculada pela estimativa de desvio padrão de cada

amostra (+ ou – S a partir do resultado obtido), apenas as amostras 7 e 20 ultrapassaram o

limite estabelecido pela legislação, 62,71 e 53,30 mEq/Kg, respectivamente.

A European Honey Commisson (BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997) e o

Mercosul (1999) são mais restritivos que a legislação brasileira (BRASIL, 2000) e exigem um

máximo de 40mEq/Kg. A Codex Alimentarius Commisson (2005) não estabelece limites para

o teor de acidez no mel.

Um alto teor de acidez no mel pode indicar um estado de fermentação, especialmente

se a umidade da amostra for superior a 20%. Em outros casos, pode ajudar a evidenciar

adulteração por xarope de sacarose ou amido invertido por hidrólise ácida. Porém, para a

confirmação da adulteração, faz-se necessária a avaliação conjunta de outros parâmetros,

principalmente o índice de diastase e os teores de HMF, açúcares redutores e sacarose

aparente das amostras.

Os resultados de acidez agrupados de acordo com a origem floral declarada das

amostras estão apresentados na Figura 20. As amostras silvestres tiveram teores de acidez

variando de 17,77 a 62,71mEq/Kg.

Figura 20 – Teores de acidez de acordo com origem floral de cada amostra

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

6 42 60 1 4 2 5 37 67 69 48 15 21 38 41 50 52 71 77 28 70

Amostras

Acidez (mEq/Kg)

Aroeira

Bracatinga

Canela-guaiacá

Capixingui

Erva-Mate

Eucalípto

Laranjeira

Acidez (mEq/Kg) Média por floradas

Nota-se que as amostras de canela-guaiacá apresentaram altos valores de acidez,

apesar de suas baixas umidades, o que sugere que a alta acidez seja própria da origem floral, e

não resultado de fermentação.

Não foi verificada relação entre a acidez e o teor de umidade nas amostras de

bracatinga, capixingui e eucalipto e nem semelhança entre as amostras destes grupos florais, o

que pode indicar que outras variáveis estejam envolvidas neste parâmetro, como por exemplo,

a contribuição de espécies botânicas desconhecidas. Nas amostras de eucalipto, pode-se notar

uma certa semelhança entre as amostras 41, 50 52, 71 e 77, com valores de acidez ao redor de

20 mEq/Kg. As amostras de flores de laranjeira foram as que apresentaram menores valores

de acidez, o que concorda com o sabor suave característico do mel de laranjeira. Estes valores

estão de acordo com Vilhena e Almeida-Murandian (1999a) encontraram valores de acidez de

13,54 a 22,27 mEq/Kg em méis de laranjeira e de 20,31 mEq/Kg em mel de eucalipto. Sodré;

Marchini e Carvalho (2002) verificaram valores de acidez variando de 13 a 43 mEq/Kg, em

méis do litoral norte do estado da Bahia. Marchini; Moreti e Otsuk (2005) obtiveram valores

de 14,00 a 75,50 mEq/Kg em méis silvestres e de 12,5 a 55,00 mEq/Kg em méis de eucalipto.

A AOAC (2000) e a European Honey Commission (BOGDANOV; MARTIN;

LÜLLMANN, 1997) descrevem três tipos de acidez: a acidez livre, a acidez lactônica e a

acidez total, que é a soma das duas anteriores. A acidez a que se refere a legislação é a livre,

cujo método de determinação já foi descrito.

A acidez do mel contribui para sua resistência à ação dos microrganismos e realça seu

sabor. O ácido presente em maior quantidade no mel é o glucônico.

5.1.5 pH

As medidas de pH, realizadas conforme descrito no item 4.2.1.5, revelaram valores

entre 3,6 e 5,35. Os resultados apresentaram uma distribuição heterogênea das amostras

(Figura 21), sendo a maior incidência percebida na faixa de 4,3 a 4,4 (12 amostras), e a

menor, na faixa de 3,6 a 3,7 (1 amostra).

Figura 21 – Distribuição das amostras por valores de pH

A Figura 22 apresenta o pH das amostras de acordo com a origem floral. As amostras

classificadas como silvestres apresentaram pH entre 3,6 e 5,35.

Figura 22 – Valores de pH de acordo com origem floral de cada amostra

A amostra de flor de erva-mate apresentou um dos maiores valores de pH (5,19) de

todo conjunto, e dentre as amostras com predominância floral, as de capixingui apresentaram

a menor média (3,88).

3,6 a 3,7

3,7 a 3,8

3,8 a 3,9

3,9 a 4,0

4,0 a 4,1

4,1 a 4,2

4,2 a 4,3

4,3 a 4,4

4,4 a 4,5

4,5 a 4,6

4,6 a 4,7

4,7 a 4,8

4,8 a 4,9

4,9 a 5,0

5,0 a 5,4

nº de amostras

2,5

3,5

4,5

5,5

6 42 60 1 4 2 5 37 67 69 48 15 21 38 41 50 52 71 77 28 70

Amostras

Aroeira

Bracatinga

Canela-guaiacá

Capixingui

Erva-Mate

Eucalípto

Laranjeira

pH Média por floradas

Sodré; Marchini e Carvalho (2002) verificaram valores de pH variando de 3,37 a 4,46

em méis do litoral da Bahia, sem especificar a origem botânica das amostras. Em méis de

eucalipto, Marchini; Moreti e Silveira Neto (2003) obtiveram valores mais altos, de 3,92 a

4,54, semelhantemente aos encontrados. Kretzschmar e Christen (2005) encontraram

resultados de pH de 3,52 a 6,57, sem especificarem as floradas correspondentes.

Neste trabalho a análise de pH foi realizada conforme preconiza o método universal de

determinação de pH em mel, com a diluição de 10g de mel com água para 75mL (AOAC,

2000; BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997; INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 1985;

LANARA, 1981).

A Figura 23 compara os valores de pH e cinzas dos méis analisados, revelando uma

tendência de aumento do pH conforme as amostras apresentam maiores teores de cinzas, o

que pode estar relacionado com a alcalinidade das cinzas, devida à presença de sais de ácidos

fracos, que na incineração são convertidos nos carbonatos correspondentes (CECCHI, 1999).

A variação dos resultados com a linha de tendência indica que o pH do mel depende de outras

variáveis, além do teor de cinzas.

Figura 23 – Cinzas e pH das amostras analisadas.

0,5

1,5

2,5

3,5

4,5

5,5

pH % Cinzas Linear (pH)

As legislações brasileira e internacional (BRASIL, 2000; BOGDANOV; MARTIN;

LÜLLMANN, 1997; MERCOSUL, 1999) não estabelecem limites para os valores de pH no

mel. Valores muito baixos podem ajudar a evidenciar adulteração por xarope de sacarose ou

amido invertido por hidrólise ácida, e valores muito altos são encontrados em caldas de

sacarose sem adição de ácido. Porém, para a confirmação da adulteração deverão ser

avaliados outros parâmetros, principalmente índice de diastase, HMF, açúcares redutores e

sacarose aparente.

Os resultados de pH foram úteis para a determinação da origem floral ou de melato das

amostras, conforme será apresentado a seguir.

5.1.6 Sólidos insolúveis

Todos os valores obtidos na análise de sólidos insolúveis, realizada conforme descrito

no item 4.2.1.3, apresentaram-se dentro dos limites da legislação (0,1% para mel centrifugado

e 0,5% para mel prensado). Foi analisada uma amostra de mel prensado, que apresentou teor

de sólidos insolúveis igual a 0,22%. A distribuição das amostras pelo teor de sólidos pode ser

observada na Figura 24, onde foi verificado que uma grande quantidade de amostras apresenta

teores nulos de sólidos insolúveis.

Figura 24 - Variação dos teores de sólidos insolúveis nas amostras analisadas

Os sólidos insolúveis estão relacionados com o teor de sujidades no mel (VILHENA;

ALMEIDA-MURADIAN, 1999b). Em geral estas sujidades são separadas por decantação.

14 amostras

- 0,02 e

0,03%

16 amostras

- 0,04 e

0,05%

9 amostras -

0,06 e 0,07%

6 amostras -

0,08 e 0,9%

6 amostras -

0,1 e 0,22%

29 amostras

- 0,00 e 0,1%

Outros métodos poderiam também ser utilizados para o controle higiênico de amostras de

mel, como a análise de bolores e leveduras.

Em amostras dentro dos parâmetros da legislação, não há relação do teor de sólidos

insolúveis com outro fator, como a florada ou teor de algum outro componente.

5.1.7 Índice de diastase

O índice de diastase das amostras analisadas, conforme descrito no item 4.2.1.6,

variou de 1,19 a 47,14 na escala Göthe. Como pode ser observado na Figura 25, a distribuição

das amostras nas faixas de variação foi homogênea entre 3 e 28. De 28 a 48, verificou-se uma

baixa incidência de amostras (apenas 8 em todo o conjunto, representado pela fatia destacada

do gráfico). O intervalo com maior número de amostras foi entre 13 a 23 (38 amostras).

A legislação exige um mínimo de diastase de 8 na escala Göthe ou 3, se o teor de

HMF não ultrapassar 15mg/Kg. Neste intervalo de 3 a 8, foi verificada a presença de 14

amostras, e destas, duas apresentaram teor de HMF superior a 15mg/Kg (amostras 45 e 55).

As amostras 5 e 70 apresentaram índices de diastase inferiores a 3 (2,95 + ou – 0,26 e

1,19 + ou – 0,12, respectivamente). Considerando as margens de erro calculadas pela

estimativa de desvio padrão, apenas as amostras 45, 55 e 70 ultrapassaram o limite

estabelecido pela legislação.

Figura 25 - Variação do índice de diastase (Unidades/g na escala Göthe)

19 amostras -

13 a 18

19 amostras -

18 a 23

9 amostras -

8 a 13

2 amostras -

menos que 3

9 amostras -

23 a 28

8 amostras -

28 a 48

14 amostras

3 a 8

As estimativas de desvio padrão para o índice de diastase variaram de 0,01 a 3,53, com

uma média de 1,11, conforme apresentado na Figura 26.

Figura 26 - Estimativas do desvio padrão na análise do índice de diastase

A Figura 27 apresenta os resultados de índice de diastase de acordo com a origem

floral declarada para cada amostra. Entre as amostras silvestres, o índice de diastase variou de

3,35 a 36,06.

Figura 27 –Índices de diastase de acordo com origem floral de cada amostra

Os valores obtidos estão de acordo com os resultados encontrados por Vilhena e

Almeida-Murandian (1999a), para índices de diastase em amostras de mel de laranjeira

variando de 3,31 a 10,73, com média de 5,16 e em amostras de mel silvestre variando de

13,27 a 22,56, em 6 das 8 amostras analisadas. Komatsu (1996) verificou o mesmo

0,5

1,5

2,5

3,5

4,5

Desvio padrão Média

6 42 60 1 4 2 5 37 67 69 48 15 21 38 41 50 52 71 77 28 70

Amostras

Índice de diastase

Aroeira

Bracatinga

Canela-guaiacá

Capixingui

Erva-Mate

Eucalípto

Laranjeira

Índice de diastase Média por floradas

comportamento em méis de laranjeira, que apresentaram índices de diastase entre 5,0 a 17,9,

com média de 9,4, inferior às médias de diastase de méis de origem silvestre (17,3; 5,0 –

38,5), de eucalipto (15,8; 5,0 – 23,8) e de cana de açúcar (18,0; 5,0 – 29,4). Santos; Malaspina

e Palma (2003) estudaram méis de laranjeira, eucalipto e silvestres, encontrando, assim como

neste trabalho, os valores de diastase mais baixos nos méis de laranjeira (entre 12 e 33) e mais

altos nos méis de eucalipto (entre 40 e 81). As amostras silvestres apresentaram diastase entre

11 e 35. Baixos índices de diastase em méis de laranjeira são relatados por Crane (1983).

Geralmente, méis de fluxos muito rápidos, quando as colônias têm muito néctar acumulado

para processar, possuem níveis enzimáticos mais baixos do que aqueles provenientes de

fluxos menos abundantes. Similarmente, néctares com um conteúdo alto de açúcar necessitam

menos manipulação para serem convertidos em mel que néctares mais diluídos, e tais méis de

néctar concentrados tendem a ter níveis mais baixos de invertase e diastase. Normalmente, os

fluxos densos são mais comuns em países exportadores do que em países importadores de

mel. Sodré; Marchini e Carvalho (2002) verificaram valores de índice de diastase variando de

16,66 a 62,81 em méis do litoral norte do estado da Bahia. Marchini; Moreti e Silveira Neto

(2003) analisaram méis de cinco diferentes espécies de eucalipto e encontraram índices de

diastase variando de 9 a 18. Azeredo; Azeredo e Damasceno (1999) testaram amostras de mel

sob diferentes condições: 90, 180, 270 e 365 dias de armazenamento, em frascos de vidro à

temperatura e luz ambiente, frascos de polipropileno à temperatura e luz ambiente e frascos de

polipropileno ao abrigo da luz. Os resultados mostraram uma diminuição no valor do índice

de diastase com o passar do tempo, independente do tipo de recipiente e da forma de

armazenamento. Em todos os casos, os índices diminuíram após um ano de estocagem,

mostrando a degradação da diastase sem, no entanto, alterar a qualidade dos méis.

A técnica utilizada foi desenvolvida a partir de modificações na metodologia original

proposta pela Codex Alimentarius Commission, buscando reduzir as etapas de diluição, o

100

tempo de ensaio e os desvios-padrão e utilizar condições em que a resposta cinética da

diastase seja linear, conforme esperado para este tipo de enzima (SANTOS; MALASPINA;

PALMA, 1999). O índice de diastase é um dos parâmetros mais importantes de qualidade do

mel; indica se a amostra foi aquecida ou adulterada. O aquecimento do mel pode provocar a

degradação de componentes químicos importantes, do ponto de vista nutricional e funcional.

A diastase é mais sensível ao calor que a invertase, e por isso, um baixo índice de diastase é

uma indicação de superaquecimento no mel. Sendo a diastase do mel uma enzima produzida

pelas abelhas e transferida ao néctar, não está presente nos xaropes de açúcar invertido

preparados por aquecimento e inversão ácida de sacarose de cana, e a adição deste tipo de

xarope ao mel certamente diminuiria o índice de diastase do produto, na mesma proporção da

fraude (CRANE, 1983). Porém, para a confirmação da adulteração deverão ser avaliados

outros parâmetros, principalmente o teor de HMF, pois as origens florais, o clima e as regiões

de produção podem fornecer méis de índices de diastase diferentes. Além disso, xaropes de

alta frutose produzidos por inversão enzimática a partir de amido de milho possuem atividade

diastásica, e podem ser usados na adulteração. Porém, possuem também altos teores de HMF,

e por mais esta razão a avaliação conjunta de parâmetros é fundamental para a definição da

qualidade de uma amostra de mel. Em casos como este de adulteração mais sofisticada, pode-

se fazer necessário o uso de outras técnicas não citadas pela legislação, tais como Fiehe e

Lugol (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 1985; LANARA, 1981) ou uma das técnicas

instrumentais citadas na revisão da bibliografia.

5.1.8 HMF

As amostras analisadas conforme descrito no item 4.2.1.7 apresentaram valores de

HMF variando de 0,37 a 83,83mg/Kg. Como se pode observar na Figura 28, os valores estão

101

distribuídos em uma tendência exponencial, com 90% das amostras até 25 mg/Kg de HMF.

Apenas uma amostra (nº 77) ultrapassou o limite da legislação de 60 mg/Kg.

Figura 28 – Distribuição seqüencial dos resultados de HMF

As estimativas de desvio padrão para o hidroximetilfurfural variaram de 0,05 a 3,83,

com uma média de 0,38, conforme apresentado na Figura 29.

Figura 29 - Estimativas do desvio padrão na análise de HMF

O HMF (Figura 30) é um produto da desidratação de hexoses em condições ácidas,

numa velocidade que varia diretamente com a temperatura. O mel possui naturalmente HMF,

mas seu nível elevado é um indicativo de superaquecimento, longa estocagem ou falsificação

(BOGDANOV, 1999; WHITE, 1994).

Figura 30 – Estrutura do HMF

HMF Limite da legislação Expon. (HMF)

0,00

0,50

1,00

1,50

2,00

2,50

3,00

3,50

4,00

4,50

Desvio Padrão Média

102

A Figura 31 relaciona os teores de HMF e açúcares redutores das amostras analisadas,

verificando que uma tendência de aumento do teor de HMF à medida que aumenta a

disponibilidade de hexoses. A formação de HMF é bastante variável, dependendo das

características químicas do mel e das condições do meio, tais como tempo de armazenamento,

pH, acidez e a temperatura a que foi submetido (FALLICO et al., 2004).

Figura 31 – HMF e açúcares redutores das amostras analisadas.

A Figura 32 apresenta os resultados de HMF de acordo com a origem floral declarada

para cada amostra. Entre as amostras silvestres, o teor de HMF variou de 0,37 a 58,62mg/Kg.

Figura 32 – Teores de HMF de acordo com origem floral de cada amostra

6 42 60 1 4 2 5 37 67 69 48 15 21 38 41 50 52 71 77 28 70

Amostras

HMF (mg/Kg)

Aroeira

Bracatinga

Canela-guaiacá

Capixingui

Erva-Mate

Eucalípto

Laranjeira

HMF (mg/Kg) Média por floradas

0,1

100

HMF (mg/Kg) Açúcares Redutores (%) Linear (HMF (mg/Kg))

103

Os valores obtidos concordam com os resultados encontrados por Vilhena e Almeida-

Murandian (1999a), de baixos valores de HMF em méis de laranjeira (de 2,6 a 14,84mg/Kg,

com média de 7,48 mg/Kg), e em amostras de mel silvestre (de 1,33 a 16,46 mg/Kg), com

média de 9,81mg/Kg. Komatsu (1996) também verificou comportamentos variados entre as

amostras de eucalipto, que apresentaram teores de HMF entre 0,3 e 207,2 mg/Kg, com média

de 17,4 mg/Kg. Sodré; Marchini e Carvalho (2002) verificaram valores de HMF variando de

1,5 a 136mg/kg, com média de 24,33 mg/Kg, em méis do litoral norte do estado da Bahia,

sem especificar as floradas estudadas.

Azeredo; Azeredo e Damasceno (1999) constataram que os valores de HMF em

amostras de mel tendem a aumentar gradativamente com o tempo de armazenamento. A

menor formação de HMF foi obtida entre amostras armazenadas em frascos de polipropileno

ao abrigo da luz. Resultados semelhantes foram obtidos por Faria (1993), que testou amostras

de mel armazenadas por diversos tempos em diferentes embalagens, temperaturas, umidades

relativas do ar e fontes de luminosidade. Em todas as condições, o teor de HMF aumentou em

função do tempo. Entretanto, as amostras expostas à luz fluorescente apresentaram menores

teores de HMF, em relação ao grau de transparência das embalagens.

Um comportamento interessante foi observado entre as amostras 78 e 79: ambas foram

produzidas e beneficiadas em casa do mel pelo mesmo apicultor, envasadas com o mesmo

tipo de embalagem com apenas 3 dias de diferença uma da outra, expostas pelo mesmo tempo

sob mesmas condições de temperatura e luminosidade, adquiridas juntas de um supermercado

local e analisadas na mesma série. Ambas foram classificadas pelo produtor como silvestres,

mas é nítido que se tratam de amostras diferentes, de combinações de floradas diferentes, pois

a amostra 78 apresentava-se escura e líquida, enquanto a amostra 79 era clara e totalmente

cristalizada. Todas as características físico-químicas mostraram-se bastante semelhantes entre

ambas amostras, exceto os teores de HMF (que foi de 38,02mg/Kg na amostra líquida e

104

19,72mg/Kg na amostra cristalizada) e os teores de acidez (de 25,72 mEq/Kg na amostra

líquida e de 35,49 mEq/Kg na amostra cristalizada). Estes resultados levam a crer que

independente das condições de processamento, armazenamento e análise, os méis possuem

propriedades intrínsecas, próprias das sutilezas de suas composições químicas e originárias de

suas matérias-primas, que os fazem naturalmente diferentes entre si no que se refere ao teor

de HMF e outras características.

Dayrell e Vital (1991) compararam os métodos para quantificação de HMF: o método

de Winkler e o método espectrofotométrico UV da AOAC, utilizado neste trabalho. Pelo

método da AOAC foram obtidos valores inferiores de HMF em relação aos obtidos pelo

método Winkler. O método Winkler apresenta alguns inconvenientes, tais como utilização de

reagente cancerígeno, reação instável, sensibilidade do composto colorido e interferência de

cromógenos da frutose.

O método da AOAC foi proposto por White e fundamenta-se na determinação da

diferença de absorbância a 284nm e 336nm de uma solução aquosa clarificada de mel, contra

referência da solução aquosa do mesmo mel na qual o cromóforo do HMF foi destruído pelo

bissulfito (DAYRELL; VITAL, 1991).

A European Honey Commission (BOGDANOV; MARTIN; LÜLLMANN, 1997)

recomenda os métodos de White, Winkler e CLAE para a determinação de HMF, porém

alerta que a p-Toluidina utilizada no método de Winkler é cancerígena e seu uso deve ser

evitado; de preferência deve-se utilizar um dos outros dois métodos para a determinação de

HMF. Descreve ainda que a baixos níveis de HMF (cerca de 5mg/Kg) os valores obtidos pelo

método de CLAE são comparados a aqueles obtidos pelo método de White, mas são menores

que os obtidos pelo método de Winkler. A níveis mais altos de HMF (20 e 40mg/Kg) os três

métodos fornecem valores sem diferenças significativas entre si.

105

Bianchi (1992) desenvolveu um método, baseado na reação de Fiehe, para

quantificação de HMF, cujo teor é estimado de acordo com a tonalidade da solução de

“incolor ou ligeiramente amarelo” a “vermelho”, em uma escala de 0 a mais de 70 mg/Kg.

5.1.9 Cor

As amostras de mel analisadas conforme descrito no item 4.2.1.8 apresentaram

colorações variando de branco-água a âmbar-escuro (Figura 33). A maior incidência foi

verificada nas colorações intermediárias: âmbar-claro e âmbar extra-claro (Figura 34). A

coloração branco-água teve a menor representação em todo o conjunto. A coloração extra-

branco, intermediária entre o branco-água e o branco, não foi verificada em nenhuma amostra.

Figura 33 – Demonstrativo de cores entre as amostras analisadas.

Legenda:

A = Branco-água;

B = Branco;

C = Âmbar extra-claro;

D = Âmbar-claro;

E = Âmbar;

F = Âmbar-escuro.

Figura 34 – Distribuição das amostras por cores

17 amostras -

Âmbar extra-

claro

37 amostras -

Âmbar claro

11 amostras -

Âmbar

4 amostras -

Âmbar escuro

2 amostras -

Branco água

9 amostras -

Branco

106

A predominância das colorações âmbar-claro e âmbar extra-claro foi verificada

também por Sodré; Marchini e Carvalho (2002), Marchini; Moreti e Silveira Neto (2003) e

Kretzschmar e Christen (2005).

O mel parece ser mais claro depois de ter cristalizado. Isto deve-se à transparência do

mel líquido, à opacidade do mel cristalizado e do tipo de cristal formado. A cor do mel,

quando cristalizado, depende do tamanho do cristal; os mais finos fornecem aparência mais

clara (CRANE, 1983). A diferença de tonalidade entre amostras líquidas e cristalizadas pôde

ser nitidamente notada entre as amostras 78 e 79, escolhidas por apresentarem características

e colorações diferentes. No entanto, através da análise de cor, foi identificada a coloração

âmbar em ambas amostras.

A diferença de tonalidade em méis líquidos e cristalizados de mesma cor não é

perceptível quando as amostras são dispostas em gotas ou lâminas finas. A Figura 35

apresenta duas amostras da cor âmbar, uma líquida e outra cristalizada, que pareciam distintas

quando observadas na embalagem, mas se mostram semelhantes quando dispostas em gotas.

Figura 35 – Comparação de tonalidade entre amostras líquida e cristalizada.

A Figura 36 apresenta os resultados de cor em mmPfund de acordo com a origem

floral declarada para cada amostra.

Líquida

Cristalizada

107

100

120

140

160

6 - Branco

42 - Âmbar Claro

60 - Âmbar escuro

1 - Âmbar escuro

4 - Âmbar Claro

2 - Âmbar extra-claro

5 - Âmbar extra-claro

37 - Branco

67 - Âmbar extra-claro

69 - Âmbar extra-claro

48 - Âmbar

15 - Âmbar extra-claro

21 - Âmbar

38 - Âmbar Claro

41 - Âmbar extra-claro

50 - Âmbar extra-claro

52 - Âmbar extra-claro

71 - Âmbar Claro

77 - Âmbar

28 - Branco-água

70 - Branco-água

Amostras

Cor (mmPfund)

Figura 36 – Coloração em mmPfund de acordo com origem floral de cada amostra

Entre as amostras silvestres, a cor variou de branco a âmbar-escuro. A coloração

branco-água só foi encontrada nas amostras de mel de laranjeira.

As amostras de eucalipto e de capixingui apresentaram colorações claras, variando de

âmbar extra-claro a âmbar e de branco a âmbar extra-claro, respectivamente. As amostras de

canela-guaiaca e bracatinga não apresentaram uniformidade de coloração.

Além do método de Bianchi (1981), a cor pode ser determinada por um método de leitura a

560nm, usando glicerina como branco (INSTITUTO ADOLFO LUTZ, 1985; LANARA,

1981). Utiliza-se a escala de Pfund com os mesmos níveis de coloração em ambos os

métodos.

Marchini; Moreti e Otsuk relatam uma variação grande de cor nos méis brasileiros, o

que pode influenciar na preferência do consumidor, que na maioria das vezes escolhe o

produto apenas pela aparência. Tal é a relevância deste parâmetro que o International Trade

Fórum, em 1979, considerou a cor como uma das características do mel que tem particular

importância no mercado internacional. A cor do mel está relacionada com sua origem floral, o

108

processamento, o armazenamento, fatores climáticos durante o fluxo de néctar, a temperatura

na qual o mel amadurece na colméia, entre outros fatores. No mercado mundial, o mel é

avaliado por sua cor e méis claros alcançam um preço mais alto que os escuros. Méis com um

sabor delicado são geralmente claros, enquanto que os méis escuros têm, normalmente, um

sabor forte. Mas existem também alguns méis claros com sabor forte. Países com tradição de

consumo de mel geralmente preferem cores claras e sabor suave (CRANE, 1983).

O mel torna-se mais escuro durante o armazenamento, após o aquecimento e pela

contaminação com metais. Alguns méis, contudo, são naturalmente escuros e méis diferentes

escurecem a taxas diversas, mesmo sob as mesmas condições. Os favos de cria escurecem o

mel armazenado neles, e seu uso deve ser evitado pelos apicultores (CRANE, 1983).

Crane (1983) indica o conteúdo mineral como um dos fatores que interferem na

coloração do mel; a Figura 37 compara o teor de cinzas com a cor das amostras analisadas,

evidenciando uma forte correlação entre estes fatores.

Figura 37 – Cinzas e cor das amostras analisadas.

0,00

0,01

0,10

1,00

10,00

100,00

1000,00

Cor (mm Pfund) % Cinzas

109

5.1.10 Classificação em mel floral ou mel de melato

A equação de Kirkwood, apresentada no item 4.2.1.9, revelou valores de X variando

entre –39,9 e 101,3. Quarenta e oito amostras (60%) apresentaram X maior ou igual a 73,1 e

foram consideradas de origem floral. As demais 32 amostras (40%) com X menor que 73,1

foram consideradas mel de melato, ou a mistura de mel de melato com mel floral.

Campos (1998) comparou os métodos de Kirkwood e White para classificação do mel

em floral ou de melato. O método de White baseia-se na determinação da rotação ótica das

amostras de mel, com um limite de –2ºS para indicar mel com apreciável teor de melato. Das

25 amostras analisadas, apenas 4 apresentaram resultados divergentes, e os dois métodos

mostraram-se equivalentes e eficientes para estabelecer se o mel é floral ou de melato.

Pelo método de Kirkwood, Campos (1998) verificou a presença de melato em 11 de

25 amostras analisadas (44%), sendo que em uma delas, o valor X foi negativo, assim como

obtido no estudo em questão.

Para a elaboração do mel, as abelhas coletam a matéria-prima açucarada disponível

nas proximidades do apiário, que geralmente é o néctar das flores ou a excreção açucarada da

cochonilha (melato). Havendo disponibilidade de melato, provavelmente as abelhas irão

coletá-lo, simultaneamente ou não à coleta de néctar. Assim, o mais comum é encontrar uma

mistura de mel de melato com mel floral (CAMPOS, 1998).

Os apicultores descrevem a cochinilha como uma massa esbranquiçada disposta sobre

o caule das árvores, de onde as abelhas coletam material. Há relatos da ocorrência de melato

no caule da acácia-negra, planta da mesma família da bracatinga e do ingá (Leguminosae-

Mimosoideae). Yanniotis; Skaltsi e Karaburnioti (2005) analisaram na Grécia méis de melato

de espécies de pinheiro e Sanz et al. (2005) apontam como fornecedoras de melato espécies

do gênero Quercus, abundantes na flora do Mediterrâneo, o que indica que plantas de outras

famílias botânicas também podem fornecer melato.

110

É raro o conhecimento deste tipo de mel entre consumidores e até mesmo apicultores.

Das 80 amostras coletadas, nenhuma foi citada pelos produtores como mel de melato.

As amostras classificadas pela equação de Kirkwood estão apresentadas no Quadro

IV, bem como a declaração da predominância floral, o município de procedência e a data de

colheita. Todas as amostras coletadas da micro-região 5 (municípios de Lapa, Campo do

Tenente e Rio Negro) foram classificadas como mel de melato. Conforme foi informado por

técnicos da Emater, nestes municípios há exploração comercial de bracatinga, e os apicultores

costumam colher uma safra de verão de “mel de bracatinga”, que trata-se de mel de melato.

Nota-se que das 8 amostras procedentes destes municípios, 5 não possuíam declaração de

florada, apesar desta informação ter sido previamente solicitada. Sobre este fato pode-se

sugerir 3 possibilidades:

- Falta de informação do produtor sobre a denominação correta para o produto;

- Falta de informação do produtor sobre a qualidade de seu produto;

- Antipatia pela denominação “melato”, que pode levar consumidores leigos a crer que o

mel esteja adulterado, pela semelhança com a palavra “melado”.

Em um estudo sobre a origem botânica de méis do sudeste do Brasil, Barth et al.

(2005) notaram uma grande discordância entre a declaração dos produtores e a origem

botânica verificada através da análise polínica. De 30 amostras recebidas como mel

monofloral, somente 17 eram realmente procedentes de uma única espécie vegetal, e destas,

apenas 2 eram da florada declarada. Cinco amostras eram biflorais e 8 eram heteroflorais.

Melato foi encontrado apenas em uma amostra e uma contribuição extrafloral foi constatada

em 4 amostras. Segundo estes autores, resultados semelhantes foram constatados por Costa et

al. (1999), Da Costa Leite et al. (2000) e Horn (1997).

111

Quadro IV – Amostras de mel de melato

Amostra X Florada Procedência Data da colheita

1 -39,9 Canela-guaiacá Ortigueira não declarada

3 72,3 Silvestre Ortigueira não declarada

7 65,2 Silvestre Teixeira Soares jan/05

11 55,3 Silvestre Ponta Grossa - Itaiacoca dez/04

13 68,7 Silvestre Ponta Grossa – Itaiacoca set/04

17 70,4 Silvestre Ponta Grossa – Itaiacoca dez/04

20 73,0 Não declarada Ponta Grossa – Vila Velha Nov/04

22 72,9 Não declarada Ponta Grossa – Itaiacoca jan/04

25 71,5 Silvestre Ponta Grossa – Vila Velha jan/04

27 62,6 Silvestre Castro jan/04

29 67,7 Silvestre Ponta Grossa – Itaiacoca fev/04

30 72,6 Silvestre Ponta Grossa – Itaiacoca jan/04

31 67,5 Silvestre Ponta Grossa - Itaiacoca fev/04

49 71,6 Silvestre Ivaí não declarada

51 67,4 Silvestre Ortigueira não declarada

52 70,4 Eucalipto Ortigueira não declarada

54 70,1 Não declarada Imbituva não declarada

56 71,7 Não declarada Imbituva não declarada

57 43,2 Silvestre Lapa não declarada

58 63,4 Não declarada Lapa abr/04

59 66,9 Não declarada Lapa dez/04

60 56,9 Bracatinga Lapa ago/04

61 63,6 Silvestre Lapa jan/05

62 67,0 Silvestre Tibagi não declarada

63 70,2 Silvestre Tibagi não declarada

64 62,0 Não declarada Rio Negro não declarada

65 61,0 Silvestre São José da Boa Vista fev/05

66 68,6 Silvestre São José da Boa Vista fev/05

68 70,6 Silvestre Palmeira não declarada

71 67,9 Eucalipto Arapoti fev/05

72 58,2 Não declarada Campo do Tenente não declarada

73 70,0 Não declarada Campo do Tenente não declarada

Na maioria das vezes, a declaração da origem do mel pelo apicultor é intuitiva.

Quando a flora nativa é muito diversificada, torna-se difícil declarar com certeza a florada

predominante do mel, sem uma análise laboratorial. A técnica tradicional é a palinológica,

com verificação da origem floral de grãos de pólen presentes na amostra, e há interesse na

identificação da origem floral por constituintes químicos específicos, entre os quais

compostos fenólicos e flavonóides (ANDRADE; FERRERES; AMARAL, 1997; MARTOS;

FERRERES; TOMÁS-BARBERÁN, 1997; SABATIER et al., 1992; YAO et al., 2004,

2005), compostos aromáticos, açúcares, ácidos orgânicos, proteínas e aminoácidos

112

(ANKLAM, 1998; DAVIES, 1976; HERMOSÍN; CHICÓN; CABEZUDO, 2003).

Geralmente a abelha visita entre cinqüenta e mil flores numa viagem, mas podem ser vários

milhares (CRANE, 1983). Assim, as amostras acabam sendo classificadas como silvestres, o

que não deixa de estar correto. Quando o mel apresenta cor, sabor e aroma característicos de

alguma das floradas visitadas, ou quando há abundância de alguma florada na época

antecedente à colheita, o produtor costuma classificar o produto também de forma intuitiva

como mel de laranjeira ou eucalipto, por exemplo. Porém, considerando que a abelha pode

coletar matéria-prima num raio de até 3 Km da colméia (CRANE, 1983), e há relatos de casos

onde a distância da fonte de matéria-prima era ainda maior, para a obtenção de méis

monoflorais é comum a apicultura migratória, na qual as colméias são transportadas até a

fonte de néctar (grandes plantações de laranjeiras ou florestas de eucaliptos, por exemplo).

Qualquer que seja a modalidade apícola, no entanto, a classificação mais segura é através da

análise laboratorial. Assim, o mais sensato quando não se tem certeza é declarar o mel como

silvestre ou com predominância de tal florada.

As diferenças químicas do néctar e do melato podem se refletir na composição dos

méis. A Tabela 13 compara as médias dos resultados dos méis florais e de melato em relação

a açúcares redutores, sacarose aparente, cinzas, pH e cor. Conforme previsto por Bogdanov;

Martin e Lüllmann (1997); Brasil (2000); Codex Alimentarius Commission (2001); Crane

(1983) e MERCOSUL (1999), os méis de melato apresentaram valores médios superiores de

sacarose, cinzas, pH e cor, e inferior de açúcares redutores em relação aos méis florais.

Tabela 13 – Comparação de resultados entre méis florais e de melato.

Parâmetro Méis florais (média) Méis de melato (média)

Açúcares redutores 73,1% 65,1%

Sacarose aparente 3,4% 4,4%

Cinzas 0,24% 0,58%

pH 4,2 4,4

Cor 57,5 mm Pfund 74,9 mm Pfund

113

5.2 ANÁLISES MICROBIOLÓGICAS

Os resultados da análise de bolores e leveduras, realizada conforme descrito no item

4.2.2.1, podem ser observados nas Figuras 38, 39 e 40.

Figura 38 – Contagem de bolores e leveduras das amostras da micro-região 1.

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

74 75 6 65 67 66 5 69 71 70 51 32 50 37 76 77 15 18 19 12 63 3 1 53 62 2 4 52

Amostras

x 100 UFC/g

Jaguariaíva

Piraí do Sul

São José da Boa Vista

Arapoti

Ortigueira

Imbaú

Ortigueira

imbaú

Imbaú

Tibagi

Reserva

Cândido Abreu

Tibagi

Ortigueira

Tibagi

Ortigueira

Bolores e leveduras Média

Figura 39 – Contagem de bolores e leveduras das amostras das micro-regiões 2 e 3.

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

47 45 38 31 36 34 44 68 33 29 39 78 80 35 21 20 40 9 13 41 30 42 79 43 10 8 46 23 27 22 17 11 24 26 14 25 28

Amostras

x 100 UFC/g

Castro

Palmeira

Castro

Ponta Grossa

Campo Largo

Palmeira

Ponta Grossa

Castro

Ponta Grossa

Campo Largo

Palmeira

Ponta Grossa

Campo Largo

Ponta Grossa

Campo Largo

Castro

Campo Largo

Palmeira

Ponta Grossa

Palmeira

Ponta Grossa

Castro

Ponta Grossa

Campo Largo

Castro

Ponta Grossa

Castro

Bolores e leveduras Média

114

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00

30,00

35,00

40,00

48 16 49 56 55 54 7 73 72 61 59 64 57 60 58

Amostras

x 100 UFC/g

Ivaí

Ipiranga

Ivaí

Imbituva

Teixeira Soares

Campo do Tenente

Lapa

Rio Negro

Lapa

Bolores e leveduras Média

Figura 40 – Contagem de bolores e leveduras das amostras das micro-regiões 4 e 5.

A média mais alta de bolores e leveduras foi verificada na micro-região 2 (19.10

UFC/g), e principalmente no município de Arapoti, que apresentou os maiores resultados de

todo conjunto (34.10

a 52,33.10

UFC/g). Nas demais regiões, a média ficou situada ao redor

de 10.10

UFC/g. Não foi verificada a presença de bolores e leveduras em uma amostra de

Ivaí, da florada de erva-mate. A Figura 41 apresenta uma placa de Petri incubada com uma

amostra de mel com presença de bolores e leveduras (diluição 10

-2

Figura 41 – Placa com alta contagem de bolores e leveduras.

115

Como observado na Figura 42, a maior parte das amostras (42%) apresentou

contagens de bolores e leveduras até 5.10

UFC/g. Abaixo de 10.10

UFC/g, o total de

amostras soma 67%. Apenas 20% apresentaram contagens acima de 15.10

UFC/g.

Figura 42 –Bolores e leveduras nos méis dos Campos Gerais.

O maior problema relacionado com a presença de bolores e leveduras é a fermentação,

que resulta do consumo dos açúcares pelas leveduras, com produção de numerosos

subprodutos que alteram o paladar e o aroma do mel. Os fungos são trazidos pelas abelhas

para a colméia, sendo o seu habitat normal os nectários das flores. Muitos deles não

sobrevivem quando se eleva a concentração dos açúcares à medida que o néctar é

transformado em mel, mas outros podem resistir e se multiplicar (HOOPER, 1976).

O mel que contém menos de 20% de umidade não fermenta, pois o desenvolvimento

de microrganismos é inibido em baixas atividades de água. As leveduras são inibidas no seu

crescimento a temperaturas inferiores a 10ºC e acima de 27ºC. A fermentação pode, portanto,

ser impedida se o mel for armazenado, a granel ou embalado, a menos de 10ºC, sendo a

produção de HMF a esta temperatura extremamente lenta. Nestas temperaturas, no entanto, o

processo de cristalização é acelerado. O armazenamento a temperaturas superiores a 27ºC

de 0 a 5.10

UFC/g

42%

mais do que

15.10

UFC/g

20%

de 5 a 10.10

UFC/g

25%

de 10 a

15.10

UFC/g

13%

116

provoca o escurecimento e aumenta a velocidade de síntese de HMF (BOGDANOV, 2005b;

HOOPER, 1976; MOLAN, 1996).

A atividade de água de méis cristalizados é maior do que de méis líquidos, o que pode

favorecer a fermentação de méis cristalizados (GLEITER; HORN; ISENGARD, 2005;

HOOPER, 1976).

As análises de coliformes totais revelaram contaminação em apenas duas amostras (52

e 70), em nível “maior que 3 NMP/g”. Estas duas amostras apresentaram também as maiores

contagens de bolores e leveduras (51. 10

e 52,33.10

UFC/g, respectivamente).

Não foi detectada a presença coliformes fecais e Salmonella sp em nenhuma das

amostras analisadas.

Pereira et al. (1996) realizaram um estudo de identificação e correção de pontos

críticos em um apiário, onde verificaram em amostras contaminadas a presença de 3.10

UFC/g de bolores e leveduras e “mais que 4 NMP/g” de coliformes totais e fecais. Este

apiário, constituído de 10 colméias, estava situado a 500m de uma pocilga com capacidade

para 600 animais; além de uma fossa aberta, o outro recurso hídrico disponível no raio de

ação das abelhas acolhia dejetos procedentes da pocilga e apresentava índice de poluição

superior a 2,4.10

NMP/100mL de coliformes totais e fecais. A sala de processamento do mel

localizava-se em um antigo galinheiro, distanciando-se cerca de 300m do apiário, e

apresentava iluminação insuficiente, janelas vedadas com plástico, teto de eucatex, paredes e

chão demonstrando sinais da presença de morcegos. Os equipamentos necessários ao

processamento do mel (centrífuga, garfo, mesa de desoperculação e vasilhames de recepção e

sedimentação) encontravam-se dispostos desordenadamente. O ambiente tinha odores

fortemente desagradáveis, remanescentes à pocilga.

Como medida corretiva, Pereira et al. (1996) sugeriram: a) transferência do apiário

para um local salubre, com abastecimento de água não poluída; b) instalação da sala de

117

processamento em área compatibilizada com higiene; c) revisão no interior das colméias, com

implantação de ceras alveoladas de primeiro uso; d) adequação do fluxo de processamento do

mel; e) utilização de equipamentos devidamente sanitizados. A implantação de ceras

alveoladas de primeiro uso não foi acatada pelo apicultor. Os resultados após as correções

mantiveram-se inalterados para coliformes fecais, totais e ausência de Salmonella sp.

Entretanto, ocorreu uma redução significativa do teor de bolores e leveduras, de 3,0.10

para

8,5.10

UFC/g. Os autores consideram que com a implantação de ceras alveoladas de primeiro

uso os resultados microbiológicos poderiam ter sido ainda melhores.

Antes das medidas de correção, as amostras analisadas por Pereira et al. (1996)

apresentavam alta umidade (22%) e indícios de fermentação, com acidez livre de

55,2mEq/Kg e depois das correções, os teores de umidade e acidez diminuíram para 17,8% e

32mEq/Kg. Assim, foi constatado que a alta umidade contribui para o desenvolvimento de

bolores e leveduras, que por sua vez contribui com a fermentação e aumento do teor de acidez

das amostras. Tal comportamento foi verificado no presente estudo na amostra 7, que

apresentou alta umidade, alta contagem de bolores e leveduras e teor de acidez acima do

permitido pela legislação. Esta amostra já havia sido declarada como de má qualidade pelo

próprio produtor, que a classificou como “fundo de balde”, mas mesmo assim cedeu a

amostra para colaborar com a pesquisa.

A ausência de Salmonella sp. em amostras de mel também foi confirmada por

Possamai; Waszczynskyj e Nakashima (2005), Pereira et al. (1996 e 1997). Apesar da

Salmonella sp. não ser um microrganismo comum em amostras de mel, sua análise já foi o

único parâmetro microbiológico exigido pela legislação brasileira (BRASIL, 1978).

As análises microbiológicas foram realizadas sem a obrigatoriedade da legislação, mas

com a finalidade de buscar dados sobre a qualidade higiênica do mel dos Campos Gerais.

Foram escolhidas porque eram exigidas pela Portaria nº 451, de 19 de setembro de 1997

118

(BRASIL. Agência..., 1997), que consta como vigente na página da internet do Ministério da

Agricultura, mas foi revogada pela Resolução RDC nº 12, de 02 de janeiro de 2001 (BRASIL,

2001), que não inclui a análise microbiológica de mel.

5.3 ATIVIDADE ANTIMICROBIANA

Os resultados de atividade antimicrobiana das amostras de mel frente a Staphylococcus

aureus e Escherichia coli estão apresentados nas Figuras 43, 44, 45 e 46. A Figura 47 mostra

os halos de inibição formados por amostras de mel.

Figura 43 – Atividade antimicrobiana das amostras de acordo com as floradas.

Figura 44 –Atividade antimicrobiana de amostras silvestres - micro-região 1.

6 42 60 1 4 2 5 37 67 69 48 15 21 38 41 50 52 71 77 28 70

Amostras

Aroeira

Bracatinga

Canela-guaiacá

Capixingui

Erva-Mate

Eucalípto

Laranjeira

Halos de inibição S. aureus (mm) Halos de inibição E. coli (mm) Média E. coli Média S. aureus

24 40 43 44 26 27 47 78 79 9 10 45 46 68 8 11 13 14 17 20 22 23 25 29 30 31 33 34 35 36 39 80

Amostras

Campo

Largo Castro Palmeira

Ponta

Grossa

Halos de inibição S. aureus (mm) Halos de inibição E. coli (mm) Média E. coli Média S. aureus

119

Figura 45 – Atividade antimicrobiana de amostras silvestres - micro-regiões 2 e 3.

Figura 46 – Atividade antimicrobiana de amostras silvestres - micro-regiões 4 e 5.

74 75 65 66 19 32 76 3 51 53 18 12 62 63

Amostras

Jaguariaíva

Piraí do Sul

São José da Boa Vista

Cândido Abreu

imbaú

Ortigueira

Reserva

Tibagi

Halos de inibição S. aureus (mm) Halos de inibição E. coli (mm) Média E. coli Média S. aureus

54 55 56 16 49 7 72 73 57 58 59 61 64

Amostras

Imbituva

Ipiranga

Ivaí

Teixeira Soares

Campo do Tenente

Lapa

Rio Negro

Halos de inibição S. aureus (mm) Halos de inibição E. coli (mm) Média E. coli Média S. aureus

120

Figura 47 – Halos de inibição de amostras de mel (S. aureus).

Todas as amostras apresentaram atividade antibacteriana frente S. aureus e E. coli,

com maior inibição em S. aureus. O E. coli é um forte agente causador de gastroenterites

infantis e o S. aureus é um dos responsáveis por infecções do trato respiratório (MARTINS et

al., 1997).

O maior halo de inibição em S. aureus (44mm) foi obtido em uma amostra de canela-

guaiacá de Ortigueira e em uma amostra silvestre de Reserva. O menor halo (21mm) foi

obtido em uma amostra silvestre do município de Campo Largo. A canela-guaiacá também

apresentou a maior média no grupo com predominância floral; foram apenas 2 amostras

analisadas, mas pode-se observar uma tendência do mel de canela-guaiacá inibir fortemente o

desenvolvimento de Staphylococcus aureus, nas condições testadas. A propriedade

antimicrobiana do mel pode variar de acordo com sua origem floral (SATO; MIYATA, 2000).

Entre as amostras silvestres, a micro-região 3 (municípios de Tibagi, Imbaú,

Ortigueira, Reserva e Cândido Abreu) apresentou a maior média de inibição de S. aureus

(36,2mm). Porém, como pode ser observado nas Figuras 38, 39 e 40, as demais micro-regiões

também apresentaram médias altas, superiores a 35mm.

121

Em relação a Escherichia coli, o maior halo de inibição foi observado em uma amostra

silvestre de Ponta Grossa (31mm), e os menores, em duas amostra de Campo Largo, uma de

eucalipto e outra silvestre (16mm). Não se pode, no entanto, afirmar que o mel de Campo

Largo apresenta baixa atividade antimicrobiana, pois uma amostra de bracatinga deste

município apresentou um dos resultados mais altos: 29mm de inibição em E. coli. Inclusive,

entre as amostras silvestres, a média mais alta de inibição (21,5mm) foi observada na micro-

região 1 (municípios de Castro, Ponta Grossa, Palmeira e Campo Largo).

Entre as amostras com predominância floral, as de laranjeira e bracatinga destacaram-

se das demais nas altas médias de inibição em E. coli (25,5 e 25mm, respectivamente). Já as

amostras de canela-guaiacá, que tiveram bons resultados de inibição em S. aureus,

apresentaram a menor média de inibição de E. coli (19mm). O comportamento diferenciado

frente às bactérias repete-se entre as amostras indica que a capacidade do mel inibir um ou

outro microrganismo depende de variáveis distintas.

Os fatores que podem contribuir com as propriedades antimicrobianas do mel são a

alta pressão osmótica, a baixa atividade de água (Aw), baixo pH e ambiente ácido, sistema

glucose-oxidase com formação de peróxido de hidrogênio, baixo conteúdo de proteínas, alta

taxa carbono/nitrogênio, baixo potencial redox devido ao alto conteúdo de açúcares redutores,

presença de agentes químicos e substâncias voláteis (HOOPER, 1976; MOLAN, 1996;

NATIONAL HONEY BOARD, 2004 WESTON, 2000, WHITE, 1979).

A osmolaridade é um importante fator na eficácia do mel quando usado como agente

antimicrobiano em ferimentos na pele (EFFEM, 1988). Osato; Reddy e Graham (1999)

demonstraram que, in vitro, a osmose determina o efeito bactericida do mel em relação a

Helicobacter pylori, bactéria que causa úlceras estomacais.

White; Subers e Schepartz (1963) identificaram o peróxido de hidrogênio como a

principal substância antimicrobiana e também demonstraram que ele é produzido pela enzima

122

glucose-oxidase, em mel diluído. A glucose-oxidase se origina nas glândulas hipofaringeanas

das abelhas (CAMARGO, 1972). O peróxido de hidrogênio é degradado pela catalase,

também presente no mel e originária do pólen, sendo que seu teor depende da quantidade e

qualidade do pólen coletado. O nível absoluto de peróxido de hidrogênio de qualquer mel é

determinado por seus níveis de glucose-oxidase e catalase; quanto maior a quantidade de

glucose-oxidase e menor a de catalase, maior será o teor de peróxido de hidrogênio (WHITE;

SUBERS; SCHEPARTZ, 1963).

Os produtos que complementam a atividade antimicrobiana do peróxido de hidrogênio

ocorrem nas plantas e são coletados pelas abelhas para funções específicas na colméia

(WESTON, 2000). Muitos compostos antimicrobianos naturais têm sido identificados a partir

de diferentes tipos de mel. O mel de manuka (Leptospermum scoparium), árvore nativa da

Nova Zelândia, possui atividade antimicrobiana em grande parte não atribuída ao peróxido de

hidrogênio (ALLEN; MOLAN; REID, 1991; MOLAN; RUSSELL, 1988). Bogdanov (1997)

concluiu que esta atividade deve-se à fração ácida do mel. Russel (1983) citado por Al-

Mamary; Al-Meeri e Al-Habori (2002) identificaram dois dos principais compostos

antibacterianos em méis nativos da Nova Zelândia: metil 4-hidroxi-3,5-dimetoxibenzoato e

metil 3,4,5-trimetoxibenzoato. Weston (2000) estabeleceu que o peróxido de hidrogênio é a

única substância antimicrobiana no mel, sendo insignificante a contribuição da atividade de

outras substâncias, como fenóis derivados da própolis. Estabeleceu também que o nível de

peróxido de hidrogênio no mel é essencialmente determinado pela quantidade de catalase

derivada da planta, e que a glucose-oxidase gera peróxido de hidrogênio quando as amostras

são diluídas e preparadas para o ensaio antimicrobiano, sendo a quantidade de catalase

adicionada a estas amostras insuficiente para destruir todo o peróxido de hidrogênio

produzido. De modo a testar esta hipótese, Snow e Manley-Harris (2004) aplicaram

quantidades usuais e excessivas de catalase às amostras dos ensaios antimicrobianos,

123

concluindo que a quantidade usual de enzima é suficiente e que a atividade manifestada após

a adição da catalase é genuinamente devida a compostos não-peróxido.

Os antioxidantes naturais, especialmente os flavonóides, exibem um largo espectro de

efeitos biológicos, incluindo ações antimicrobianas, anti-inflamatórias, antialérgicas, anti-

trombóticas e vasodilatadoras (COOK, 1996, apud AL-MAMARY; AL-MEERI; AL-

HABORI, 2002, p. 1042). Dependendo da origem, o mel pode conter vários flavonóides tais

como apigenina, pinocembrina, kaempferol, quercetina, galangina, crisina, hesperetina,

naringenina e compostos fenólicos como os ácidos elágico, cafeico, p-coumaric e ferúlico, a

maioria deles contendo propriedades antioxidantes (AL-MAMARY; AL-MEERI; AL-

HABORI; 2002; TURKMEN et al., 2006). A composição de uma amostra de mel depende

grandemente de sua origem (AL-MAMARY; AL-MEERI; AL-HABORI, 2002), sendo o

pólen, néctar e própolis as principais fontes de antioxidantes (WESTON, 2000). Tomás-

Barberán, Ferreres e Tomás-Lorente (1993) examinaram os compostos fenólicos da cera de

abelha e concluíram que os flavonóides encontrados são originados do mel e da própolis e que

a cera não contribui com as propriedades antimicrobianas do mel. Os compostos voláteis do

mel são geralmente originados no néctar e alguns são característicos de uma fonte floral

específica. Apresentam-se em grande variedade, mas em pequenas quantidades, e não

fornecem significativa ação antimicrobiana, pelo menos no nível de ocorrência do mel

(WESTON, 2000).

Martins et al. (1997) estudaram a atividade antibacteriana de méis de abelhas

africanizadas e nativas utilizando discos de 6mm de diâmetro embebidos nas amostras de

méis e aplicados sobre placas inoculadas de Agar Muller-Hinton. Foram testados Bacillus

subtilis, Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Salmonella cholerasuis, em méis de abelhas

africanizadas e meliponídeos. Os dois tipos de méis apresentaram atividade antibacteriana em

124

níveis semelhantes. Os microrganismos mais sensíveis foram S. aureus e E. coli, cujos halos

variaram de 22 a 25mm e de 20 a 28mm respectivamente.

Lusby; Coombes e Wikinson (2005) estudaram a atividade antimicrobiana de

diferentes méis, diluídos a 0,1%, 1%, 5%, 10% e 20% (m/v), contra a levedura Candida

albicans e 13 bactérias patogênicas: Alcaligenes faecalis, Citrobacterfreundii, Escherichia

coli, Enterobacter aerogenes, Klebsiella pneumoniae, Mycobacterium phlei, Salmonella

california, Salmonella enteritidis, Salmonella typhimurium, Serratia marcescens, Shigella

sonnei, Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis. Os resultados mostraram que

todos os méis testados têm alguma ação antimicrobiana a partir de concentrações de 5%;

entretanto, a maior inibição foi percebida em soluções a 20%. Em concentrações de 1% o

nível de inibição foi baixo, e há dúvidas se a atividade antimicrobiana seria clinicamente

significativa. Os méis não inibiram apenas o crescimento de dois dos microrganismos: C.

albicans e S. marcescens.

Shin e Ustunol (2005) estudaram a influência de méis de diferentes fontes florais no

crescimento de Bifidobacterium spp. (B. longum, B. adolescentis, B. breve, B. bifidum, e B.

infantis) e 4 patógenos (Bacteriodes thetaiotaomicron, Clostridium perfringens, Eubacterium

aerofaciens, and Enterococcus faecalis). Os méis testados aumentaram o crescimento e a

atividade das bactérias da flora intestinal (Bifidobacterium spp.), e inibiram o crescimento dos

patógenos C. Perfringens e E. aerofaciens.

Alnaqdy et al. (2005) testaram o efeito inibitório in vitro do mel na aderência de

Salmonella interitidis, verificando que o mel em diluições superiores a 1:8 reduziu a

aderência da bactéria nas células intestinais. A habilidade das células bacterianas aderirem e

colonizarem a mucosa intestinal é pré-requisito para a instalação de uma infecção

gastrointestinal (RAUPACH et al., 1999).

125

Esmerino et al. (2004) estudaram a potência de antimicrobianos através do método de

cilindros em placas, concluindo que o ensaio é adequado, econômico e de fácil aplicação,

podendo ser utilizado para a determinação da potência de antimicrobianos em preparações

farmacêuticas. É semelhante aos testes de difusão em ágar com discos de papel de filtro. O

método de cilindros em placas baseia-se na difusão da substância antibiótica contida em um

cilindro vertical, através de uma camada de ágar solidificado em placa de Petri, em uma

extensão tal que o crescimento do microrganismo agregado se detenha em um halo circular ao

redor do cilindro. Este halo é determinado em milímetros e é diretamente proporcional à

concentração do antimicrobiano. Assim, à medida que se aumenta a concentração do

antimicrobiano, são obtidos halos maiores, até que se esgote a capacidade de difusão do

antimicrobiano no ágar. Nesse ponto, o aumento na concentração do antimicrobiano não mais

aumenta o halo de inibição.

As amostras de mel foram diluídas, como consta no item 4.2.3, de maneira a obter a

melhor difusão do material através da camada de ágar e a melhor definição dos halos. Foram

testadas amostras de mel puro e na diluição 1:1, sem, no entanto, obter bons resultados devido

à dificuldade de difusão da amostra. Os testes com a diluição 1:2 apresentaram halos de

inibição muito grandes, de difícil medição, e de todos os testes, a diluição 1:3, ou 25% (m/v),

mostrou-se a mais adequada.

5.4 VERIFICAÇÃO IN LOCO DAS CONDIÇÕES DE BENEFICIAMENTO DO MEL DOS

CAMPOS GERAIS

A qualidade microbiológica dos alimentos está diretamente relacionada com a higiene

das instalações de beneficiamento. Foram notadas diferentes situações de processamento do

mel dos Campos Gerais: de estruturas com orientação técnica e grande capacidade de

produção a pequenos produtores com poucas instruções sobre a qualidade dos produtos.

126

Foram visitados quatro estabelecimentos produtores de mel, nas cidades de Ponta

Grossa e União da Vitória, Paraná: três instalados de acordo com as exigências da legislação e

um em condições rudimentares. Neste último, em Ponta Grossa, a centrífuga, os garfos

desoperculadores e os demais equipamentos de beneficiamento encontravam-se misturados a

materiais não apícolas que incluíam uma ratoeira. A sala onde os materiais estavam

armazenados era de alvenaria, porém mal iluminada, com as paredes e todos os materiais

empoeirados. Foram encontrados ainda pedaços de favos com traça, cera, ninhos e

melgueiras, macacões e botas sujas e muitas teias de aranha. Não foi possível a observação

das condições no momento de processamento do mel, mas pelos níveis de poeira e desordem

verificados, acredita-se que o mel seja beneficiado nas mesmas condições verificadas.

Instrutores de apicultura, conhecedores da realidade apícola de todo interior do Paraná,

relataram que condições semelhantes são comumente encontradas. Relato semelhante foi

descrito por Pereira et al. (1996), na correção de pontos críticos de um apiário. Em conversas

informais com apicultores, nota-se que é bastante comum a extração do mel de modo

improvisado dentro de um galpão aberto, ou no próprio apiário, em baixo das árvores e ao

lado das colméias, durante a madrugada, com precárias condições de higiene.

Em condições opostas a estas se apresentam as unidades de beneficiamento do

Entreposto de Mel Breyer, em União da Vitória (Figuras 49 e 50), do Apiário Franco (Figuras

51 a 59) e da Associação de Apicultores dos Campos Gerais (Figuras 60 a 62), em Ponta

Grossa. A cidade de União da Vitória não pertence aos Campos Gerais, mas o Entreposto

Breyer foi incluído neste estudo por ser uma referência em todo o Estado e por atender

produtores dos Campos Gerais, principalmente da região de Lapa e Rio Negro.

São unidades de beneficiamento de capacidades diferentes, mas que apresentam

características em comum, tais como: higiene nas instalações e equipamentos, funcionários

127

uniformizados, áreas distintas de recebimento, de beneficiamento e de envase e rotulagem,

fluxo racional de produção e cuidados com os lacres e embalagens.

Figura 48 – Lavagem e secagem das embalagens – Entreposto de Mel Breyer

Figura 49 – Tambores para exportação de mel – Entreposto de Mel Breyer

Figura 50 – Fachada da unidade de beneficiamento - Apiário Franco.

128

Figura 51 - Sala de recebimento das melgueiras – Apiário Franco.

Figura 52 – Centrífuga e mesa de desoperculação - Apiário Franco.

Figura 53 – Controle da higiene e da umidade relativa do ar – Apiário Franco.

129

Figura 54 –Mecanismo de envase - Apiário Franco.

Figura 55 – Detalhe das janelas com tela e escape abelha – Apiário Franco.

Figura 56 – Disposição correta das melgueiras após a extração do mel – área externa –

Apiário Franco.

130

Figura 57 – Decristalização do mel em tanque com temperatura controlada – AACG.

Figura 58 – Decantadores e envase do mel – AACG.

Figura 59 – Mel envasado, rotulado e lacrado – AACG.

131

Apesar da característica antimicrobiana, o mel é um alimento consumido in natura,

fornecido inclusive a pessoas doentes, idosos e crianças; sua qualidade microbiológica deve

ser prioridade, e as condições de higiene verificadas nas figuras acima garantem a segurança

alimentar do produto. De nada adianta, porém, trabalhar em instalações adequadas se o

manipulador não tiver treinamento e consciência da importância das práticas higiênicas.

O meio rural pode ser simples e rústico, mas isto não o impede de ser limpo e

organizado. Mesmo pequenos produtores que não possuam um local específico para o

beneficiamento do mel podem obter um produto de qualidade se trabalharem com higiene.

Algumas recomendações foram passadas aos apicultores que cederam amostras, e estão

contidas no Apêndice I, bem como os laudos com o resultado das análises, conforme modelo

no Apêndice II.

132

6 CONSIDERAÇÕES FINAIS

A qualidade geral das amostras de mel dos Campos Gerais pode ser considerada muito

boa. Apesar de serem obtidos alguns resultados discordantes dos parâmetros de qualidade

exigidos pela legislação, não foram constatados indícios de fraude em nenhumas das amostras

analisadas, sendo os valores discordantes atribuídos à colheita prematura, armazenamento

inadequado ou aquecimento do mel, ou talvez ainda às características próprias das matérias-

primas regionais utilizadas pelas abelhas.

A maioria dos apicultores contatados apresentou grande interesse em colaborar com a

pesquisa, cedendo prontamente suas amostras de mel, alguns deles ansiosos pelo resultado das

análises. Foram recebidas amostras de uma grande variedade de floradas, evidenciando a

diversidade da região; inclusive, não foram encontradas referências ou estudos anteriores que

citassem a análise de méis das floradas de capixingui, aroeira, canela-guaiacá, bracatinga e

erva-mate.

O setor busca ainda o aprimoramento de técnicas e o aumento da produção. Uma das

dificuldades relatadas pelos apicultores foi o atendimento às exigências do Ministério da

Agricultura para o registro das instalações de beneficiamento de mel no SIF (Serviço de

Inspeção Federal), exigência básica para a comercialização de produtos de origem animal nos

Estados da Federação e no exterior. De fato: dos 53 apicultores que colaboraram com a

pesquisa, apenas um possui estabelecimento registrado no S.I.F. Três trabalham com

autorização E.R. (Estabelecimento Relacionado) do Ministério da Agricultura, um tem

registro no SIP (Serviço de Inspeção Paranaense) e o restante trabalha na informalidade.

Inaugurada no mês de setembro de 2005, a AACG (Associação de Apicultores dos Campos

Gerais) põe à disposição dos apicultores associados a estrutura da UBM (Unidade de

Beneficiamento de Mel) para decristalização, decantação, envase e rotulagem do mel com

133

registro no SIP, emitido pela Secretaria de Estado de Agricultura, que parece ser mais

acessível do que o SIF; os produtos da AACG podem ser comercializados apenas no Paraná.

A Associação Paranaense de Apicultores, com sede em Curitiba, possui autorização E. R., e

os produtos ali beneficiados podem ser comercializados em todo território nacional, mas não

podem ser exportados.

O registro de estabelecimentos segue as diretrizes no Decreto 30691, de 29 de março

de 1952. É interessante notar que este decreto trata de normas úteis e importantes, não sendo

difícil seu cumprimento, o que leva a pensar que a dificuldade de registro deva-se à

burocracia do sistema, e não ao cumprimento da legislação. Entre as exigências do decreto

para os estabelecimentos processadores de mel e cera de abelhas estão: dispor de luz natural e

artificial abundantes, piso e paredes impermeabilizadas com ângulos arredondados, forro,

mesas e recipientes de aço inoxidável (tolera-se alvenaria revestida de azulejo branco ou

mármore), abastecimento de água potável, vestiários e banheiros afastados da produção,

dependência de recebimento separada do processamento.

Foi verificado que os níveis de instrução e orientação técnica dos produtores de mel

dos Campos Gerais são bastante variados. Alguns possuem instalações tecnificadas, enquanto

outros necessitam de orientações básicas; assim, juntamente com os resultados das análises

(modelo – Apêndice II), foram fornecidas aos apicultores algumas recomendações gerais para

os procedimentos de colheita, beneficiamento, envase e armazenamento, buscando melhoria

da qualidade do mel (Apêndice I).

O associativismo e o cooperativismo são apontados como importantes instrumentos de

fortalecimento do setor agropecuário. Grupos associados têm mais acesso a cursos e

informações e tecnologia, mais chance de ver suas necessidades atendidas pelos órgãos

governamentais, mais qualidade e poder de negociação dos produtos (BARNET, 2003;

JARDIM, 2005). Deste modo, a união de apicultores em núcleos, associações, clubes ou

134

cooperativas é condição importante para o desenvolvimento da atividade apícola na região.

Porém as regras de qualquer associação ou cooperativa precisam ser amplamente discutidas e

devem estar plenamente claras entre os associados ou cooperados, pois muitos são os casos de

descontentamento e desunião dos grupos. Nos Campos Gerais, possuem Associação de

Apicultores os municípios de Ponta Grossa, Lapa, São José da Boa Vista e Telêmaco Borba

(que inclui apicultores de Imbaú). Apenas Ponta Grossa possui UBM.

Numa pesquisa sobre o perfil do consumidor de mel, Vilkas et al. (2001) verificaram

que 43% dos entrevistados consomem mel com baixa freqüência (raramente ou nunca), contra

35,3% de entrevistados que consomem mel com alta freqüência (sempre ou quase sempre). A

freqüência de consumo de mel diminuiu conforme decresce a classe social do entrevistado.

Aqueles que consomem mel com baixa freqüência apresentaram diferentes justificativas, entre

as quais a falta de costume.

Uma maneira de criar o hábito de consumo de mel a médio prazo entre a população,

colaborando ainda com a nutrição e saúde de crianças e adolescentes é a inclusão do mel na

merenda escolar das escolas públicas. O mel embalado em saches apresenta uma excelente

aceitabilidade entre o público infantil, e o consumo regular durante a idade escolar poderia

trazer grandes benefícios ao desenvolvimento das crianças. Em Ponta Grossa, a prefeitura

municipal já se comprometeu a incluir o mel na merenda das escolas municipais, e espera-se

que a medida se perpetue a partir do ano de 2006.

135

7 CONCLUSÕES

Os Campos Gerais do Paraná apresentam grande potencial para a atividade apícola. As

amostras analisadas apresentaram em geral boa qualidade físico-química e microbiológica.

Foram observadas discordâncias com a legislação em 16 amostras, quanto a um, dois ou três

dos seguintes parâmetros: umidade, sacarose aparente e acidez (indicando colheita prematura

dos méis e princípio de fermentação), índice de diastase e HMF (indicando aquecimento

excessivo do produto).

As técnicas físico-químicas recomendadas pela legislação mostraram-se eficientes

para a caracterização da qualidade de méis. Talvez não sejam tão rápidas e exatas quanto

algumas técnicas instrumentais, mas são simples e acessíveis às condições da pesquisa

brasileira. O equipamento mais sofisticado que se faz necessário no cumprimento destas

técnicas é o espectrofotômetro UV, utilizado para a análise de HMF.

A maioria das amostras apresentou boa qualidade microbiológica, visto que a

contagem de bolores e leveduras em 42% das amostras foi menor do que 500 UFC/g, não

houve presença de Salmonella sp. em nenhuma das amostras e apenas duas delas

apresentaram coliformes totais, no nível menor do que 3 NMP/g.

Foi notada grande diferença em termos de procedimentos higiênico-sanitários entre os

apicultores mais instruídos e tecnificados e aqueles com menos acesso à informação. A

higiene no beneficiamento ainda é um ponto crítico na maioria dos casos, e a qualidade

microbiológica só não é pior porque o mel é considerado um alimento microbiologicamente

seguro.

Todas as amostras apresentaram atividade antimicrobiana frente a Staphylococcus

aureus e Escherichia coli. Entre as amostras com predominância floral, as floradas de

laranjeira e bracatinga destacaram-se das demais nas altas médias de inibição em E. coli. Já as

136

amostras de canela-guaiacá, que tiveram bons resultados de inibição em S. aureus,

apresentaram a menor média de inibição de E. coli, o que indica que a capacidade do mel

inibir um ou outro microrganismo depende de variáveis distintas.

Foi verificado que 40% das amostras analisadas tiveram contribuição de melato em

sua constituição. Apesar desta alta incidência, nota-se que é raro o conhecimento deste tipo de

mel entre consumidores e até mesmo apicultores, pois nenhuma das amostras foi declarada

pelos produtores como de melato.

137

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