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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS
CÂMPUS DE BOTUCATU
Desenvolvimento de substrato supressivo à murcha do crisântemo causada por Fusarium
oxysporum
ZAYAME VEGETTE PINTO
Tese apresentada à Faculdade de Ciências
Agronômicas da Unesp - Câmpus de Botucatu,
para obtenção do título de Doutor em
Agronomia (Proteção de Plantas)
BOTUCATU-SP
Dezembro - 2008
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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRONÔMICAS
CÂMPUS DE BOTUCATU
Desenvolvimento de substrato supressivo à murcha do crisântemo causada por Fusarium
oxysporum
ZAYAME VEGETTE PINTO
Orientador: Prof. Dr. Wagner Bettiol
Tese apresentada à Faculdade de Ciências
Agronômicas da Unesp - Câmpus de Botucatu,
para obtenção do título de Doutor em
Agronomia (Proteção de Plantas)
BOTUCATU-SP
Dezembro – 2008
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DA INFORMAÇÃO – SERVIÇO TÉCNICO DE BIBLIOTECA E DOCUMENTAÇÃO - UNESP - FCA
- LAGEADO - BOTUCATU (SP)
Pinto
, Zayame Vegette, 1977
-
P659d Desenvolvimento do substrato supressivo à murcha do
crisântemo causada por Fusarium oxysporum / Zayame Vegette
Pinto. – Botucatu : [s.n.], 2008.
viii, 111 f. : il. color., tabs., gráfs.
Tese (Doutorado) - Universidade Estadual Paulista,
Faculdade de Ciências Agronômicas, Botucatu, 2008
Orientador: Wagner Bettiol
Inclui bibliografia.
1. Crisântemo. 2. Fusarium oxysporum. 3. Fungos do solo -
Controle. 4. Matéria orgânica. 5. Substratos. I. Bettiol,
Wagner. II. Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesqui-
ta Filho” (Campus de Botucatu). Faculdade de Ciências Agro-
nômicas.III. Título.
III
Ao meu avô Sebastião Vegette (in memorian), aos meus pais José Luiz Pinto e Cleide
Aparecida Vegette Pinto, e à minha irmã Tatiane Vegette Pinto, pelo carinho, confiança,
força, dedicação, cumplicidade e apoio incondicional ao longo de toda a minha vida, e,
principalmente, durante o doutorado,
dedico e ofereço
IV
AGRADECIMENTOS
À DEUS, pela minha família, pela minha saúde, pelas oportunidades que surgiram
durante a minha trajetória de vida;
À Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”, Faculdade de Ciências
Agronômica, Câmpus Botucatu – UNESP/FCA, pela formação profissional; especialmente
ao Departamento de Defesa Fitosanitária;
À Embrapa Meio Ambiente, por disponibilizar a estrutura e pela assistência
necessária para a realização desse trabalho;
Ao CNPq, por manterem um sistema de auxílio aos pesquisadores, indispensável para
transpor as idéias do campo do pensamento para a vida real;
Ao professor Dr. Wagner Bettiol, pela amizade, orientação e pelos valiosos
ensinamentos acadêmicos, fundamentais para o meu desenvolvimento profissional;
Ao produtor Adrianus Penning, por acreditar em nosso trabalho e por permitir que os
experimentos fossem realizados em sua propriedade. E, ao funcionário Valcir Fantucci
Ortega, pela ajuda e dicas durante a execução e avaliação dos experimentos;
Aos professores do Programa de Proteção de Plantas, pelos valorosos ensinamentos
nas disciplinas; e também pelas cobranças que invariavelmente são responsáveis pelo
amadurecimento pessoal, além de estimular o crescimento e desenvolvimento profissional;
À pesquisadora Dra. Flávia Rodrigues Alves Patrício, do Instituto Biológico, pelo
incentivo, ensinamentos e amizade que se iniciou durante a minha graduação;
Aos pesquisadores da Embrapa Meio Ambiente: Adriana, Mariana, Raquel, Alfredo,
Patrícia, Lilia e Itamar, pela amizade, ensinamentos e conselhos, e por ter tornado mais
leves os percalços durante o desenvolvimento deste trabalho. E, em especial Marcelo
Augusto Boechat Morandi, que me auxiliou brilhantemente nas análises estatísticas;
Aos técnicos e analistas do Laboratório de Microbiologia Ambiental, Campo
Experimental, Biblioteca e Administração da Embrapa Meio Ambiente, Márcia Maria,
Maria Amélia, Rosely, Victor, Silvia, Henrique, Laércio, Valdecir, Waldemore, Antônio,
Brasilino e Vicente, pela amizade e colaboração durante a execução do projeto de
doutorado. E, em especial à Elke Simoni Dias Vilela, pelo auxílio nas análises microbianas
do substrato, e aos funcionários João Luiz da Silva e José Abrahão Haddad Galvão, pela
valiosa ajuda e conselhos durante a execução dos experimentos;
V
Aos colegas da UNESP/FCA e dos Laboratórios de Microbiologia Ambiental,
Produtos Naturais e Quarentena da Embrapa Meio Ambiente: Rosemeire, Elen, Liliana,
Sarah, Luciana R., Luciana A., Flávio, Flávia, Alexandre V., Alexandre S., Cristina,
Amanda, Caroline, João, Eduardo B., Eduardo G., Marcela, Lívia, Guta, Élida, Gabriela,
Regiane, Andialy, Marina, Andréa, Fábio, Fernanda, Mariana, Juliana, Marta, Rute e
Tiago, pela amizade e convívio;
À todos aqueles que direta ou indiretamente contribuíram para a realização deste
trabalho.
SUMÁRIO
RESUMO ............................................................................................................................ VI
SUMMARY .......................................................................................................................VII
1 – INTRODUÇÃO ............................................................................................................... 1
2 – REVISÃO DE LITERATURA......................................................................................... 4
2.1 – Crisântemo e suas Doenças...................................................................................... 4
2.2 – Fusarium spp........................................................................................................... 8
2.3 – Substrato Supressivo ............................................................................................. 10
2.4 – Uso de Matéria Orgânica ...................................................................................... 14
2.5 – Lodo de Esgoto ..................................................................................................... 16
2.6 – Resíduos de Animais ............................................................................................. 18
2.7 – Torta de Mamona .................................................................................................. 20
2.8 – Resíduos da Indústria de Pesca ............................................................................. 20
2.9 – Biofertilizante........................................................................................................ 22
3 – MATERIAL E MÉTODOS............................................................................................ 24
3.1 – Condução da Cultura ............................................................................................. 25
3.2 – Substratos Comerciais e Matérias Orgânicas.......................................................... 25
3.3 – Avaliações Realizadas nas Plantas e nos Substratos............................................... 28
3.4 – Indução de Supressividade à Murcha de Fusarium spp. pela Incorporação de Quatro
Fontes de Matéria Orgânica................................................................................... 30
3.5 – Efeito de Trichoderma asperellum no Biocontrole da Murcha de Fusarium spp. em
Crisântemo ............................................................................................................ 32
3.6 – Efeito de Produtos da Indústria Pesqueira no Controle da Murcha de Fusarium spp.
em Crisântemo ..................................................................................................... 32
3.7 – Efeito do Biofertilizante no Controle da Murcha de Fusarium spp. em Crisântemo 33
3.8 – Efeito Supressivo de Lodo de Esgoto e de Composto Comercial Lanzi®
Incorporados ao Substrato à Base de Casca de Pinus à Murcha de Fusarium spp. do
Crisântemo ............................................................................................................ 33
3.9 – Indução de Supressividade à Murcha de Fusarium spp. pela Incorporação de Lodo de
Esgoto Compostado e Cama Aviária à Substrato à Base de Turfa .......................... 35
3.10 – Potencial de Lodo de Esgoto, Biofertilizante, Hidrolisado de Peixe, Quitosana e
Trichoderma asperellum no Controle da Murcha de Fusarium spp. em Crisântemo35
3.11 – Potencial da Combinação de Cama Aviária, Esterco de Suíno, Composto Lanzi®,
Biofertilizante, Hidrolisado de Peixe e Quitosana no Controle da Murcha de
Fusarium spp. em Crisântemo ............................................................................... 37
4 – RESULTADO ............................................................................................................... 39
4.1 – Indução de Supressividade à Murcha de Fusarium spp. pela Incorporação de Quatro
Fontes de Matéria Orgânica................................................................................... 39
4.2 – Efeito de Trichoderma asperellum o Biocontrole da Murcha de Fusarium spp. em
Crisântemo ............................................................................................................ 49
4.3 – Efeito de Produtos da Indústria Pesqueira no Controle da Murcha de Fusarium spp.
em Crisântemo ...................................................................................................... 50
4.4 – Efeito de Biofertilizante no Controle da Murcha de Fusarium spp. em Crisântemo 55
4.5 – Efeito Supressivo de Lodo de Esgoto e de Composto Comercial Lanzi®
Incorporados ao Substrato à Base de Casca de Pinus à Murcha de Fusarium spp. do
Crisântemo ............................................................................................................ 57
4.6 – Indução de Supressividade à Murcha de Fusarium spp. pela Incorporação de Lodo
Compostado e Cama Aviária a Substrato à Base de Turfa...................................... 61
4.7 – Potencial de Lodo de Esgoto, Biofertilizante, Hidrolisado de Peixe, Quitosana e
Trichoderma asperellum no Controle da Murcha de Fusarium spp. em Crisântemo66
4.8 – Potencial da Combinação de Cama Aviária, Esterco Suíno, Composto Lanzi®,
Biofertilizante, Hidrolisado de Peixe e Quitosana no Controle da Murcha de
Fusarium spp. em Crisântemo ............................................................................... 80
4.9 – Teste de Patogenicidade ........................................................................................ 84
5 – DISCUSSÃO ................................................................................................................. 85
6 – CONCLUSÕES ............................................................................................................. 93
7 – REFÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................................. 94
8– APÊNDICE.........................................................................................................................110
VI
RESUMO
A murcha de Fusarium spp. em crisântemo é responsável por sérios prejuízos à cultura no
Brasil. Uma alternativa para o seu controle é o uso de substrato supressivo, o qual pode ser
obtido pela adição de fontes de matérias orgânicas. Dessa forma, o presente trabalho teve por
objetivo desenvolver um substrato supressivo à murcha do Fusarium em crisântemo com a
introdução de matéria orgânica em substratos comerciais. Para tanto, lodo de esgoto e lodo de
esgoto compostado; torta de mamona; esterco suíno; cama aviária; compostos comerciais
Lanzi
®
; casca de camarão, biofertilizante e hidrolisado de peixe foram incorporados a
substratos à base de casca de Pinus e de turfa em diferentes concentrações e combinações. Os
experimentos foram realizados em propriedade produtora de crisântemo Bola-belga com
problemas de Fusarium. Em todos os experimentos o número mínimo de repetições foi de 20
vasos por tratamento. Transcorridas 8, 12, 15 e 20 semanas do transplantio foi avaliada a
severidade da doença por uma escala de notas de 0 para planta sadia a 5 para planta morta.
Com os dados foram calculadas as áreas abaixo da curva de progresso da severidade da
murcha de Fusarium. Além disso, foram realizadas análises dos atributos químicos e da
atividade microbiana dos substratos bem como do desenvolvimento das plantas. O lodo de
esgoto, lodo de esgoto compostado, cama aviária, casca de camarão e o composto Lanzi
®
induziram a supressividade do substrato à base de casca se Pinus e/ou de turfa, controlando a
murcha de Fusarium. Por outro lado, esterco suíno, torta de mamona, hidrolisado de peixe,
quitosana e Trichoderma asperellum não interferiram na supressividade à doença. Substratos
obtidos com lodo de esgoto e cama aviária, em mistura ou não, nas concentrações de 10, 20 e
30% (v/v) foram os mais adequados do ponto de vista de indução de supressividade e
qualidade do produto, sendo os substratos recomendados para uso pelo agricultor. A
supressividade observada nos substratos foi devido à união de características químicas e
biológicas obtidas com a introdução das matérias orgânicas.
VII
SUMMARY
Development of a plant growth media suppressive to Fusarium wilt of chrysanthemum caused
by Fusarium f. sp. crysanthemi. Botucatu, 2008. Xx p. Tese (Doutorado em
Agronomia/Proteção de Plantas) – Faculdade de Ciências Agronômicas, Universidade
Estadual Paulista.
Author: Zayame Vegette Pinto
Adviser: Wagner Bettiol
Fusarium spp. wilt causes serious damages to chrysanthemum crops in Brazil. An alternative
for its control is the use of suppressive plant growth media, which can be obtained by the
addition of organic matter to container media. The objective of the present work was to
develop a plant growth media suppressive to the Fusarium spp. in chrysanthemum with the
introduction of organic matter to commercial container media. Sewage sludge and sewage
sludge compost; castorbean presscake, swine manure; poultry litter; shrimp peel, biofertilizer,
chitosan and fish hydrolyzed were incorporated to pine-bark and turf container media in
different concentrations and combinations. The experiments were conducted in a Belgian-
chrysanthemum variety producing property with a Fusarium problem. In all experiments the
minimum number of repetitions was 20 containers per treatment. Eight, 12, 15 and 20 weeks
following transplanting the severity of the disease was evaluated according to a progressive
scale from 0 (healthy plant) to 5 (dead plant). Areas under the disease progress curve for
disease severity of Fusarium wilt were calculated. Chemical and microbiological attributes of
container media and plant development were analyzed. The sewage sludge, sewage sludge
compost, poultry litter, shrimp peel and the Lanzi
®
compost induced the suppressiveness of
pine bark and/or turf container media, controlling the wilt. On the other hand, swine manure,
castorbean presscake, fish hydrolyzed, chitosan and Trichoderma asperellum did not affect the
suppressiveness to the disease. Plant growth media with sewage sludge and poultry litter, in
mixture or alone, in the concentrations of 10, 20 and 30% (v/v) were the most appropriate
from the point of view of induction of suppressiveness and product quality, being the plant
growth media recommended for use by the grower. The disease suppressiveness observed in
VIII
compost was due to a combined effect of chemical and biological characteristics when the
organic matter was introduced.
_____________
Keywords: Sewage sludge, Fusarium spp., organic matter, soilborne pathogen,
chrysanthemum, chitosan, shrimp peel, fish hydrolyzed, poultry litter, swine manure.
1
1 – INTRODUÇÃO
O crisântemo (Chrysanthemum morifolium) é uma planta ornamental
que pertencente à família Asteraceae, sendo que a maioria das espécies que compõe as
linhagens atuais é originária dos países asiáticos, em especial da China.
No Brasil, o cultivo de crisântemo teve início há cerca de 70 anos e
está entre as principais plantas ornamentais produzidas e comercializadas no país. Seu
consumo ocorre durante todo o ano com picos em determinadas épocas, como finados, dias
das mães e dos namorados. No Estado de São Paulo é comercializado em três grandes pólos:
CEAGESP (São Paulo), CEASA (Campinas) e Veiling (Holambra) tanto como flor de corte
quanto de vaso. Dentre os crisântemos envasados destaca-se o tipo Bola-belga.
O município de Holambra no Estado de São Paulo foi o pioneiro no
cultivo de Bola-belga no Brasil. Sua produção é realizada por meio do plantio em vaso pote
20, de uma muda de crisântemo tipo simples. O ciclo da cultura é de 18 semanas entre o
plantio e a comercialização. Um dos fatores limitantes na sua produção é a presença de
fitopatógenos que podem afetar a qualidade visual, diminuir o tempo de prateleira e o volume
de produção do crisântemo.
Entre os fitopatógenos que podem afetar o seu cultivo, destaca-se o
Fusarium oxysporum, agente causal da murcha, que tem grande importância para a cultura por
acarretar em elevadas perdas. O Fusarium é um fungo amplamente distribuído no solo e que
2
em ambiente hostil forma estrutura de resistência, que pode permanecer viável por mais de 20
anos, denominada clamidósporo (PFENNING & LIMA, 2007). O patógeno pode ser disperso
pela água ou pelo solo, sua penetração na planta se dá de maneira direta ou por ferimento.
Depois de ocorrida a infecção, o fungo se estabelece no sistema vascular da planta
dificultando a absorção de água e nutrientes (BEDENDO, 1995).
O controle deste fungo é difícil, não existindo fungicida registrado e
cultivares resistente no Brasil. Logo, as medidas de controle preventivas são as mais
recomendadas, como: drenagem e limpeza do terreno, eliminação de plantas doentes, mudas
sadias, plantio em aéreas com baixa densidade do patógeno, uso de antagonistas e substrato
supressivo entre outras.
Dentre essas medidas de controle destaca-se a obtenção de substrato
supressivo, o qual é capaz de prevenir naturalmente o estabelecimento de fitopatógenos ou
inibir suas atividades patogênicas. Assim, existem substratos que suprimem os patógenos
(capacidade em reduzir a densidade de inóculo e suas atividades saprofíticas), enquanto outros
suprimem a doença (capacidade em reduzir a severidade da doença, mesmo com alta
densidade de inóculo e capacidade de sobrevivência do patógeno). Uma forma de se obter esse
substrato supressivo é por meio da incorporação de resíduos orgânicos, que são fontes de
carbono, ao substrato (HOITINK & FAHY, 1986). Os resíduos podem originar-se da atividade
agropecuária e urbano-industrial. Na literatura, há relatos de diferentes resíduos no controle de
diversas doenças, como: cama aviária (GHINI et al., 2002), resíduos de pesca (BENCHIMOL
& SUTTON, 2002; DOMINGUES, 2006; MATTOS, 2007) e lodo de esgoto (BETTIOL &
SANTOS, 2008; GHINI et al., 2007) entre outros.
O modo de ação da matéria orgânica presente nos resíduos pode ser
diretamente por meio de compostos químicos tóxicos aos patógenos, como ácidos húmicos,
amônia, ácido nitroso e ácidos graxos voláteis; ou indiretamente, por meio do estímulo da
atividade microbiana (TENUTA et al., 2002; DISSANAYAKE & HOY, 1999).
Além do controle da doença, a matéria orgânica, durante a
decomposição, é fonte de nutrientes, hormônios, aminoácidos e outras substâncias para a
planta. Também, pode promover a melhora das propriedades físicas (densidade, estruturação,
aeração, drenagem, retenção de água e consistência), químicas (fornecimento de nutrientes,
correção de substâncias tóxicas, pH e poder tampão), físico-químicas (adsorção de nutrientes,
3
capacidade de troca catiônica, poder tampão) e biológicas (fonte de nutriente e energia) do
substrato. Seu uso na agricultura tem como vantagens: contribuir para a redução da poluição
ambiental gerada pela deposição inadequada dos resíduos orgânicos; diminuir os gastos com
alguns insumos (fertilizante, substrato comercial, agrotóxicos) e reduzir as perdas causadas
pelo fitopatógeno (HOITINK & FAHY, 1986).
O objetivo deste trabalho foi obter substrato supressivo a murcha de
Fusarium oxysporum em crisântemo tipo Bola-belga, por meio da incorporação a substratos
comerciais de resíduos da agropecuária e urbano-indústrial (cama aviária, esterco suíno,
hidrolisado de peixe, casca de camarão, torta de mamona, quitosana e lodo de esgoto), e de
biofertilizante produzido aerobicamente. Também o potencial de um isolado de Trichoderma
foi estudado.
4
2 – REVISÃO DE LITERATURA
2.1 – Crisântemo e suas Doenças
O Brasil ocupa a 31º colocação, representando 0,2% do mercado
global de plantas ornamentais. A produção brasileira concentra-se nas regiões sul-sudeste, nos
Estados de São Paulo, Minas Gerais, Rio de Janeiro, Rio Grande do Sul e Santa Catarina,
sendo que o Estado de São Paulo contribui com 75% da exportação (MENEZES, 2003).
Atualmente, uma das principais plantas ornamentais produzidas e comercializadas no Brasil é
o crisântemo em vaso e corte.
O crisântemo (Chrysanthemum morifolium) pertence à família
Compositae (Asteraceae). A palavra crisântemo significa flor dourada, do grego “chrysos”,
ouro e “anthemon”, flor. O crisântemo é a flor nacional do Japão e simboliza a perfeição e a
longevidade (GRUSZYNSKI, 2001); sendo que seu cultivo é milenar nos países asiáticos.
Além disso, a maioria das espécies que compõe as linhagens das cultivares atuais é originária
da Ásia, em especial da China e Japão (LORENZI & SOUZA, 2001).
No Brasil, seu cultivo teve início há cerca de 70 anos. O crisântemo é
a principal flor de corte do mercado brasileiro devido à sua enorme variação e alta
durabilidade pós-colheita (GRUSZYNSKI, 2001). No Estado de São Paulo, são utilizados
mais de 60 cultivares, sendo comercializado em três grandes pólos: CEAGESP (São Paulo),
CEASA (Campinas) e Veiling (Holambra) (IMENES & ALEXANDRE, 1996; MARQUES,
5
2002; MENEZES, 2003). O crisântemo é consumido durante o ano inteiro com picos em
determinadas épocas do ano, como finados, dias das mães e dos namorados.
O crisântemo é uma herbácea ereta que tem o desenvolvimento
vegetativo em dias longos e floresce em dias curtos (TAIZ & ZIGER, 1991). A flor de
crisântemo é uma inflorescência em capítulo, na qual a lígula corresponde à flor feminina, que
constitui a parte decorativa, enquanto que as flores verdadeiras estão na região central do
capítulo e são hermafroditas. As flores podem ser do tipo simples (‘Reagan’, ‘Rex’ e ‘Repin’),
decorativo (‘Polaris’ e ‘Tinsel’), tubular (‘Super White’ e ‘Super Yellow’), pom-pom
(‘Funshine’ e ‘Cotton Ball’) e bola (‘Snowdown’). As cultivares podem ser precoces (ciclo de
7 a 9 semanas), medianas (ciclo de 10 a 12 semanas) ou tardias (13 a 18 semanas). O seu
plantio é realizado por meio de estacas apicais de 5 cm. A temperatura ideal para o seu cultivo
varia de 18 a 25ºC e o pH do solo de 5,5 a 6,5 (BELLÉ, 1997; CATHEY, 1954; SCHMIDT,
2001)
O crisântemo de vaso pode ser comercializado com uma ou mais
plantas por vaso, destacando-se o tipo Bola-belga, no qual se faz o plantio de uma muda por
vaso. Na produção do Bola-bega utiliza-se crisântemo tipo simples com ciclo de 18 semanas
entre o plantio e a comercialização. O município de Holambra no Estado de São Paulo foi
pioneiro neste tipo de cultivo no Brasil. As plantas ornamentais, incluindo o crisântemo, são
suscetíveis a um grande número de doenças fúngicas, que podem constituir um dos fatores
limitantes à sua produção. Além disso, o mercado é exigente quanto ao volume de produção,
qualidade visual, produção e sanidade.
O cultivo de crisântemo pode ser limitado por fatores bióticos e
abióticos. Os abióticos, geralmente, ocorrem devido ao manejo inadequado, como a formação
de talo oco devido ao excesso de nitrogênio, sintoma de fitotoxidez causado pelo uso de
esterco mal curtido; e por condições ambientais desfavoráveis, como o aborto do capítulo
devido às mudanças bruscas de temperatura. Por outro lado, os principais fatores de perdas são
os bióticos, causados por patógenos, como: vírus, viróides, bactérias, fungos, chromistas e
nematóides (IMENES & ALEXANDRE, 1995; FREITAS-ASTÚA et al., 2005).
Os vírus e viróides são problemas no cultivo de crisântemo devido à
sua propagação ser de forma vegetativa. Dois viróides foram descritos causando danos em
crisântemo, o Chysanthemum chrorotic mottle viroid que causa amarelecimento e o
6
Chysanthemum stunt viroid que causa clorose do limbo foliar, induzindo o nanismo e
retardando o florescimento do crisântemo. Com relação aos vírus, o Tospovirus é o principal
grupo de vírus que ocorre em crisântemo no Brasil, destacando-se o Tomato spotted wilt virus
(TSWV) e o Chrysanthemum stem necrosis virus (CSNV), ambos transmitidos por tripes do
gênero Frankliniella. O TSMV pode causar manchas variando de cloróticas a necróticas em
toda a planta e o CSNV causa a doença conhecida como “canela preta”, caracterizada por
lesões cloróticas a necróticas nas folhas e necrose nas hastes. O crisântemo também é
infectado pelo Chrysantemum virus B, cujo sintoma principal é o mosqueamento, e o
Cucumber mosaic virus (CMV) cujo sintoma é a formação de manchas cloróticas nas folhas
(FREITAS-ASTÚA et al., 2005).
No caso das bactérias fitopatogênicas que infectam o crisântemo,
destacam-se no Brasil: Erwinia chrysanthemi, Pseudomonas syringae, Pseudomonas
marginalis, Pseudomonas cichorii e Agrobacterium tumefaciens. A E. chrysanthemi causa
podridão mole e murcha da haste, sendo beneficiada por temperaturas elevadas e alta umidade.
A P. cichorii e a P. syringae causam manchas necróticas arredondadas e alongadas,
respectivamente, de coloração parda na folha e na haste do crisântemo, diferenciando da P.
marginalis que caracteriza-se por causar manchas escuras no bordo foliar e da A. tumefaciens
que induz a formação de galha tanto na raiz como na parte aérea do crisântemo (IMENES &
ALEXANDRE, 1995; FREITAS-ASTÚA et al., 2005).
Na fase de produção de mudas de crisântemo, espécies pertencentes
ao Reino Chromista, como Pythium spp. e Phytophthora spp. são os principais patógenos que
atacam a cultura causando o apodrecimento das mudas e de estacas durante seu enraizamento.
Além disso, podem atacar as raízes das plantas adultas quando ocorre excesso de umidade no
solo ou substrato.
As plantas também podem ser infectadas por nematóides, como o
Aphelenchoides ritzemabosi que ataca as folhas causando inicialmente manchas amarelo-
acinzentadas delimitadas pela nervura seguida de enegrecimento, seca e desfolha. Sua
ocorrência é maior em temperaturas e umidades elevadas. Outra espécie é o ectoparasita
migrador Pratylenchus penetrans, que causa atrofia das raízes e conseqüentemente
subdesenvolvimento da planta seguido do sintoma de murcha. Seu efeito é intensificado
quando em associação com outros patógenos (FREITAS-ASTÚA et al., 2005).
7
A maioria das doenças relatadas em crisântemo é de origem fúngica.
Espécies de Septoria, Alternaria, Ascochyta e Cercospora podem atacar a parte aérea da
planta, causando sintoma de mancha, sendo as duas últimas de importância secundária. Os
sintomas causados por Septoria caracterizam-se por manchas foliares amarelas com contornos
circulares na região baixeira da planta evoluindo para escura e podendo tomar todo o limbo da
folha. As de Alternaria caracterizam-se por manchas circulares, pequenas e com círculos
concêntricos na folha e nas brácteas do crisântemo. O oídio (Erysiphe cichoracearum), o mofo
cinzento (Botrytis cinerea), a ferrugem parda (Puccinia tanaceti) e a branca (Puccinia
horiana) são outras importantes doenças da cultura. O oídio caracteriza-se pelo crescimento
branco pulverulento nas faces da folha, ocasionando secamento e queda das mesmas. Sua
severidade é aumentada em ambiente de temperatura elevada e alta umidade. Dentre as
ferrugens, a branca é a mais comum e das mais importantes doenças foliares do crisântemo, os
sintomas iniciam-se na face adaxial da folha com pequenas manchas branco-amarelas
levemente deprimidas, tornando-se a parte central marrom escura. Na parte abaxial são
observadas pústulas salientes de coloração amarela que torna-se esbranquiçada. Na ferrugem
branca a disseminação é realizada pelos basidiosporos e da ferrugem parda pelos
uredinosporos. No final do ciclo, quando o crisântemo começa a produzir flores, pode ocorrer
o aparecimento de mofo cinzento nas flores, mesmo antes de abertura floral (IMENES &
ALEXANDRE, 1995).
Os fungos também podem causar murchas em crisântemo, como o
Verticillium dahliae e Fusarium oxysporum, os quais caracterizam-se pelo amarelecimento
seguido de necrose das folhas da base até o topo da planta e do escurecimento dos vasos
condutores de seiva causando o sintoma reflexo típico de murcha. Dentre eles, a importância
maior é dada a F. oxysporum devido às perdas consideráveis na produção, que podem
ultrapassar a faixa de 80%, observadas em diversas regiões produtoras, como Rio Grande do
Sul (MENEZES, 2003) e São Paulo (PINTO & BETTIOL, 2006), o que vem fazendo com que
produtores desistam desta cultura.
8
2.2 – Fusarium spp
O Fusarium é um morfo-gênero, ou seja, um grupo de fungos que
compartilham características morfológicas específicas, como formação de macroconídios em
esporodóquio, de microconídios em fiálides, e, em situações desfavoráveis, de clamidósporos
em restos culturais ou no solo (PFENNING & LIMA, 2007). Eles são amplamente
distribuídos no solo, restos culturais, substratos orgânicos e tecidos de plantas e animais, sendo
comuns em diferentes zonas climáticas do planeta, desde florestas tropicais aos ecossistemas
temperados, com distribuição influenciada pela temperatura e chuvas (NELSON et al., 1983).
São importantes economicamente, pois causam doenças dermatológicas em animais e
humanos imunodeprimidos, produzem substâncias tóxicas que contaminam alimentos e
colonizam o sistema vascular de diferentes espécies vegetais, causando murcha e morte das
mesmas (LARANJEIRA, 2001).
No setor agrícola, esses patógenos são importantes devido aos danos
econômicos causados e por sua distribuição cosmopolita. As espécies que causam danos às
plantas são as mais estudadas, como F. anthophilum, F. avenaceum, F. camptoceras, F.
coccophilum, F. decemcellulare, F. dimerum, F. equiseti, F. graminearum, F. longipes, F.
oxysporum, F. poae, F. prolieratum, F. semitectum, F. solani, F. stilboides, F. subglutinans e
F. verticillioides (PFENNING & LIMA, 2007). Dentre as espécies citadas, uma das mais
importantes e conhecidas é o F. oxysporum que pode causar danos em diferentes culturas
como: manjericão (REIS et al., 2006); feijão (SALA et al., 2006), melão (YOGEV et al.,
2006), quiabeiro (VERAS et al., 2007) e crisântemo (PINTO & BETTIOL, 2006) entre outras.
No crisântemo, o primeiro relato de murcha causada por Fusarium
ocorreu em 1939 por Brown, o qual foi denominado de Fusarium oxysporum f. sp. callistephi
por Toop. Porém, em 1965, Armstrong e Armstrong relataram que a doença em crisântemo era
causada por Fusarium oxysporum f. sp. tracheiphilum raça 1. Em 1970, Armstrong et al.
descreveram uma nova forma especialis, Fusarium oxysporum f. sp. chrysanthemi, a qual era
diferente da outra pois, atacava diferentes cultivares de crisântemo (NELSON et al., 1983).
Em climas tropicais o patógeno causa perdas maiores na produção de
crisântemo (NELSON et al., 1983). O F. oxysporum tem a fase teleomorfica desconhecida.
Caracteriza-se pela coloração violeta da colônia quando cultivada em meio de Batata-
9
Dextrose-Ágar (BDA), presença de esporodóquio alaranjado, células conidiogênicas do tipo
monofiálides curtas que formam microconídios unicelulares de formas ovais, elípticas e
reniformes, além de macroconídios falcados e com 3 a 5 septos. E, quando em situação
ambiental hostil forma clamidósporo que podem permanecer viáveis por mais de 20 anos,
sendo solitário ou em pares, terminais ou intercalares (PFENNING & LIMA, 2007).
No crisântemo, o sintoma da doença inicia-se com aproximadamente
oito dias após a infecção. Observa-se na planta sintoma de murcha irreversível, iniciada nas
folhas baixeiras evoluindo para as folhas superiores, as quais ficam com coloração verde
menos intensa seguida de amarelecimento. Os vasos do xilema ficam escurecidos
comprometendo o transporte de seiva e os galhos ficam quebradiços, perdendo o seu valor
comercial (FREITAS-ASTÚA et al., 2005).
O patógeno pode ser disperso via estacas infectadas, que são a fonte
principal de inóculo; via solo infestado que pode ser disperso pelos equipamentos de cultivo e
pelo homem, e via água de irrigação (HORST & NELSON,1997). Sua penetração na planta
pode ser de maneira direta ou por ferimento. Depois de ocorrida a infecção, o fungo se
estabelece no sistema vascular da planta dificultando a absorção de água e nutrientes
(BEDENDO, 1995).
Fatores ambientais tais como temperatura, tipo do solo, quantidade e
forma de nitrogênio influenciam o desenvolvimento da doença. Em solos com temperatura
igual ou maior que 28
o
C o sintoma é mais severo (NELSON et al., 1983). O gênero é
aeróbico podendo crescer em solos com potencial de água abaixo daqueles tolerados pelas
plantas. O estresse hídrico, causado por baixos níveis de disponibilidade de água no solo,
contribui para ocorrência de murchas em alguns patosistemas. Em solos mais arenosos e
pobres em matéria orgânica, ocorre uma maior incidência de murcha causada por espécies de
Fusarium, o que provavelmente está relacionado à menor competição entre espécies de
Fusarium e microrganismos antagônicos presentes no solo. Baixos teores de nitrogênio e
fósforo, e alto teor de potássio favorecem o patógeno. Além disso, o nitrogênio na forma de
nitratos, torna o pH do solo ácido favorecendo o crescimento do patógeno em relação à forma
amoniacal. Ou seja, a severidade da doença é maior com a diminuição do pH do solo, tendo o
fungo preferência por pH inferior a 5,5 (SCHMIDT, 2001). Pinto e Bettiol (2006)
conseguiram o controle de Fusarium em crisântemo utilizando substrato com pH 7,2.
10
O controle deste fungo é bastante difícil. Atualmente, não existe
fungicida registrado no Brasil para o seu controle e há uma carência de informações sobre
cultivares resistente. Muitos agricultores fumigavam o substrato e/ou solo com brometo de
metila visando seu controle. Porém, devido ao seu impacto ambiental (destruição da camada
de ozônio) e na saúde pública (cancerígeno), sua comercialização está proibida desde 2007, no
Brasil. Além disso, o uso de brometo de metila não controla a infecção por Fusarium que
ocorre após a sua aplicação e, muitas vezes, pode aumentar a sua incidência devido à formação
de vácuo biológico. Logo, as medidas de controle preventivas são as mais recomendadas,
como: drenagem do terreno, eliminação de plantas doentes, limpeza do terreno, aquisição de
mudas sadias, plantio em aéreas com baixa densidade do patógeno, substrato supressivo e uso
de antagonistas entre outras. Em áreas com o patógeno, uma provável alternativa para o seu
controle é a associação entre as medidas de limpeza do ambiente com o uso de substrato
supressivo.
2.3 – Substrato Supressivo
O termo supressivo foi utilizado pela primeira vez por Menzies, em
1959, quando relacionou tipos de solos com a ocorrência e a severidade da sarna da batatinha,
na Califórnia. Entretanto, Atkinson, em 1889, foi o primeiro a fazer referência da capacidade
dos solos em controlar doenças em plantas ao reconhecer que a severidade da murcha de
Fusarium de algodoeiro foi maior em solos arenosos do que nos argilosos em Arkansas e
Alabama (HUBER & SCHNEIDER, 1982). A partir da década de 70, o termo solo supressivo
foi popularizado por publicações de Baker e Cook (1974) e Hornby (1983). Além de solo, o
termo supressividade pode ser empregado para substrato, o qual teve seu uso no inicio da
década de 80 no Brasil (MÜLLER, 2000). Em 1983, foi comercializada a primeira mistura,
produzida pela EUCATEX (MÜLLER, 2000) e a cada dia as indústrias produtoras de
substratos vêm empregando esforços para colocar no mercado formulações que atendam
diferentes necessidades (KÄMPF, 2002), além de um produto diferenciado, como supressivo a
patógenos de solo.
Na literatura, existem relatos de supressividade para diferentes
patógenos, como: Fusarium, Rhizoctonia, Pythium, Sclerotium, Sclerotinia, Phytophthora,
11
Verticillium, Gaeumannomyces, Fomes e outros (HOPER & ALABOUVETTE, 1996;
BETTIOL & GHINI, 2005; TERMORSHUIZEN et al., 2006; YOGEV et al., 2006).
A supressividade pode ocorrer pelo não estabelecimento do
fitopatógeno no solo/substrato, ou pelo estabelecimento, seguido da falha em causar a doença
(BAKER & COOK, 1974). Na primeira categoria, a baixa ocorrência de doenças se deve aos
fatores físicos, tais como teores de argila e areia, tamanho de agregados (HOPER &
ALABOUVETTE, 1996), assim como aos fatores químicos, como pH, concentração de
nutrientes e condutividade elétrica em adição a fatores biológicos. Na segunda, o fenômeno é
relacionado à microbiota existente, podendo ou não estar associado a fatores físicos e
químicos. O solo pode ser supressivo em longo prazo, quando é resultado das propriedades
físicas e químicas estáveis do solo, e de curto prazo quando é promovida pelas práticas
agrícolas, como fertilização, correção de acidez, incorporação de matéria orgânica e
introdução de antagonistas, podendo desaparecer rapidamente com novas alterações
(HORNBY, 1983).
Logo, a supressividade ocorre devido aos fatores bióticos e abióticos.
Os fatores bióticos são os mais estudados e conhecidos. A parte viva do substrato/solo é
constituída por diferentes espécies de animais, vegetais, protistas e fungos, sendo que cada um
exerce um papel na supressividade. Assim, um solo com alta diversidade biológica apresenta
maior capacidade de suprimir patógenos. Os organismos relacionados com a supressividade
agem por meio dos mecanismos envolvidos no controle biológico de doenças em plantas, ou
seja: antibiose, parasitismo, competição, predação e indução de resistência (BETTIOL &
GHINI, 2005).
Os estudos com controle biológico de patógenos habitantes do solo
vêm sendo realizados principalmente com fungos e bactérias. Dentre os fungos, sem dúvida,
os mais estudados pertencem ao gênero Trichoderma, sendo as espécies mais conhecidas: T.
harzianum, T. hamatum, T. viride, T. aureoviride, T. pseudokoningii, T. polisporum e T.
glaucum (BETTIOL & GHINI, 2005). Existem relatos de Trichoderma controlando:
Rhizoctonia, Sclerotium, Sclerotinia, Pythium, Phytophtora, Fusarium e Botrytis entre outros
(ELAD et al., 1980; GARIBALDI et al., 1988; MELO, 1996). Com relação às bactérias
envolvidas no controle biológico de fitopatógenos habitantes do solo, as dos gêneros
Pseudomonas e Bacillus são as mais estudadas (BETTIOL & GHINI, 2005). As Pseudomonas
12
spp. podem suprimir inúmeros fitopatógenos habitantes do solo, devido a presença de
sideróforo, substância de baixo peso molecular, que quelatiza o ferro e é produzida justamente
quando o elemento está em concentrações baixas; nessas condições, o sideróforo funciona
como biostático pela redução drástica deste elemento na forma disponível para a microbiota da
raiz, inclusive os patógenos (NEILANDS, 1981). Weller e Cook (1983) e Cook e Rovira
(1976) relacionam a presença de Pseudomonas fluorescentes com a supressividade de solos a
Gaeumanomyces graminis tritici. Dentro do gênero Bacillus, a espécie Bacillus subtilis
destaca-se na capacidade de inibir bactérias e fungos fitopatogênicos pela produção de
diversos antibióticos. Essa bactéria é capaz de produzir endósporos resistentes às condições
adversas do ambiente, tendo o solo como reservatório natural. Além disso, estudos mostram
seu potencial em controlar Rhizoctonia solani, Sclerotinia sclerotiorum (LAZZARETTI &
BETTIOL, 1997) e Fusarium solani (MELO & VALARINI, 1995) entre outros.
A natureza abiótica da supressividade é obtida pelas propriedades
físicas e químicas do substrato, as quais interferem na supressividade, por meio do
favorecimento da atividade microbiana ou pela interferência no ciclo de vida do patógeno. As
principais características físicas e químicas do solo envolvidas na supressividade são: pH,
condutividade elétrica, macro e micronutrientes, estrutura e textura dos solos, retenção de água
e teor de matéria orgânica entre outras (BETTIOL & GHINI, 2005). Segundo Hoper e
Alabouvette (1996), solos com pH extremos (ácidos ou alcalinos), são normalmente
supressivos para determinadas doenças. Com valores de pH abaixo de 3,8, doenças causadas
por Streptomyces scabies, Phytophthora spp., G. graminis var. tritici, R. solani, Tielaviopsis
basicola, Verticillium spp. e Fusarium solani são suprimidas. Por outro lado, solos alcalinos e
com pH acima de 7,8 são altamente supressivos às doenças causadas por S. scabies,
Plasmodiophora brassicae, Sclerotium spp. e F. oxysporum. Solos com pH entre 5,0 e 7,0,
possuem baixa correlação, pois a planta hospedeira e a microbiota são pouco afetadas dentro
dessa faixa.
Um adequado fornecimento de macro e micronutrientes é importante
para o controle de doenças, pois além dos aspectos fisiológicos e morfológicos das plantas,
também podem alterar o desenvolvimento dos fitopatógenos. Além disso, plantas ficam
predispostas às doenças por deficiência ou excesso de determinados nutriente, como
demonstrado por Foster e Walker (1947), os quais verificaram a maior predisposição de
13
tomate à murcha de Fusarium com baixo teor de nitrogênio e fósforo e alto de potássio. Dufy
e Défago (1997) verificaram que o acréscimo de Zn incrementou a atividade de P. fluorescens
no controle de F. oxysporum f.sp. radicis-lycopersici.
A textura e a estrutura do solo podem afetar a biota do solo, pois
determinam a porosidade, a capacidade de retenção de água e aeração para o desenvolvimento
dos fungos, bactérias, microartrópodos, protozoários e minhocas dentre outros. Amir e
Alabouvette (1993) verificaram maior porcentagem de plantas de linho com murcha, causada
por F. oxysporum f.sp. lini, em solo contendo 96% de areia e 2,5% de argila, do que em solo
contendo 37% de argila, 44% de silte e 19% de areia, com valores de 55 e 11% de incidência
da murcha, respectivamente. Devido ao tamanho semelhante das bactérias, com as partículas
de argila, existe a probabilidade de adesão das partículas minerais às células microbianas, que
pode atingir até 90% da população. Dessa forma, os microrganismos influenciam a
estabilidade dos agregados do solo.
A presença de matéria orgânica no solo e substrato é outro fator que
pode torná-los supressivos (BETTIOL & GHINI, 2005). Isso se deve à capacidade de suportar
maior atividade microbiana e melhorar a estrutura do solo, propiciando maior aeração e
retenção de umidade. Além disso, quando se decompõem podem servir como fonte de
micronutrientes, hormônios, aminoácidos e outras. Esses compostos químicos podem induzir a
resistência do hospedeiro ou controlar diretamente o patógeno. Logo, a incorporação de
resíduo orgânico, que é fonte de matéria orgânica, pode ser utilizadas para indução da
supressividade do solo e de substrato (HOITINK & FAHY, 1986; BETTIOL & GHINI, 2005).
Na literatura a relatos de substratos que tornaram supressivos a
murcha de Fusarium por meio da incorporação de resíduos de café (ROS et al., 2005), tomate
(CHEUK et al., 2005), esterco de gado (KANNANGARA et al., 2004), hidrolisado de peixe
(MATOS, 2006) e de mistura de resíduos (YOGEV et al., 2006).
14
2.4 – Uso de Matéria Orgânica
O uso de resíduos orgânicos na agricultura é relatado desde 50 A.C.,
sendo predominante na floricultura e expandindo para hortaliças (THURSTON, 1992;
LOUVET, 1986). Os resíduos podem originar-se da atividade agropecuária e urbano-
industrial. Exemplos de resíduos são restos culturais; borra e palha de café; farinhas de sangue,
osso e de peixe; esterco suíno e bovino; cama aviária; hidrolisado e emulsão de peixe, casca de
camarão; lodo de esgoto e composto de lixo entre outros. Eles são fontes de matéria orgânica
que podem ser aplicadas diretamente no solo ou podem passar por um processo de
mineralização (ou decomposição) biológica antes de sua aplicação.
Este processo de decomposição biológica, quando aeróbio, é
denominado de compostagem, sendo o produto gerado deste processo chamado de composto.
A compostagem difere dos outros processos como fermentação e putrefação por ser um
processo aeróbio e controlado. O processo de compostagem possui três fases. A primeira tem a
duração de aproximadamente 24 a 48 horas e a temperatura varia de 40 a 50
o
C. Nesta fase são
mineralizados os compostos de fácil decomposição, como os açúcares. A segunda fase é
denominada de termófila. A temperatura varia de 55 a 70
o
C e caracteriza-se pela morte da
maioria dos fitopatógenos e das plantas daninhas e sobrevivência de bactérias termotolerantes
produtoras de endosporo, além da degradação da celulose. A fase termófila pode durar meses
variando de acordo com a composição do material presente no resíduo orgânico. Materiais
com alta concentração em celulose tem alta da relação C:N exigindo mais tempo para serem
estabilizados. A terceira é a fase da cura ou maturação em que a temperatura diminui, ficando
menor que 40
o
C e ocorre queda na taxa de mineralização. A relação C:N varia de 14:1 a 20:1,
favorecendo a recolonização do composto por microrganismos mesófilos, como
actinobactérias e fungos filamentosos que podem ser antagonistas a diversos patógenos de
solo. O processo pode ser melhorado adicionando antagonistas aos compostos antes do seu uso
na agricultura, o qual pode ser incorporado ao solo e/ou substrato (HOINTINK & FAHY,
1986; PEREIRA et al
., 1996; HOITINK & BOEHM, 1999).
A matéria orgânica compostada fornece ao solo nutrientes,
hormônios, aminoácidos e outras substâncias originadas de sua decomposição; além de
melhorar as propriedades físicas (densidade, estruturação, aeração, drenagem, retenção de
15
água e consistência), químicas (fornecimento de nutrientes, correção de substâncias tóxicas,
pH e poder tampão), físico-químicas (adsorção de nutrientes, capacidade de troca catiônica,
poder tampão), biológicas (fonte de nutriente e energia) do solo e do seu potencial de suprimir
fitopatógenos.
O controle de doenças pode ocorrer diretamente por meio de
compostos químicos tóxicos aos patógenos, como a amônia que penetra rapidamente nas
membranas das células sendo tóxica aos microrganismos (TENUTA et al., 2002), os ácidos
húmicos, ácido nitroso e ácidos graxos voláteis (CONN & LAZAROVITS, 1999; TENUTA &
LAZAROVITS, 2002; CONN et al., 2005); ou indiretamente, pela indução de resistência na
planta e do estímulo da comunidade microbiana de antagonistas (BETTIOL & GHINI, 2005).
Esse estímulo limita a atividade dos fitopatógenos uma vez que aumenta a competição por
espaço e nutrientes, favorece a produção de metabólitos voláteis ou não voláteis tóxicos aos
fitopatógenos e aumenta a atividade dos antagonistas e dos predadores entre outras.
Numerosos relatos indicam que a matéria orgânica reduz a incidência de patógenos habitantes
do solo (HOITINK et al., 1997; SANTOS, 2001; BAILEY & LAZAROVITS, 2003;
LAZAROVITS et al., 2005; GHINI et al., 2006; YOGEV et al., 2006; TERMORSHUIZEN et
al., 2006; UREBA et al., 2005). Lumsden et al (1983) verificaram que a liberação de
substâncias fungitóxicas, da matéria orgânica presente no composto de lodo de esgoto reduziu
significativamente: Aphanomyces em ervilha, Rhizoctonia em feijoeiro, algodão e rabanete;
Sclerotinia em alface; Fusarium em pepino e Phytophthora em pimenta. Dissanayake e Hoy
(1999) concluíram que o aumento da atividade microbiana, provocada pela aplicação de
matéria orgânica ao solo, e a própria microbiota contida no material orgânico, foram os
responsáveis pelo controle de doenças em pepino e cana-de-açúcar, causadas por Pythium
ultimum e P. aphanidermatum, respectivamente. Além da supressão da doença os autores
verificaram aumento do crescimento da planta quando o solo não foi desinfestado.
Cada matéria orgânica tem características particulares que podem ou
não tornar o substrato supressivo a determinado patógeno (TERMORSHUIZEN et al., 2006).
A seguir, são apresentados alguns relatos de matéria orgânica para o controle de diferentes
patógenos.
16
2.5 – Lodo de Esgoto
O esgoto urbano é um dos principais poluidores dos mananciais e
apenas 12% das cidades brasileiras têm sistemas para o seu tratamento. Ao final do processo
de tratamento de esgoto, há a formação de um resíduo denominado de lodo de esgoto, o qual
necessita de uma adequada disposição final para não causar novos danos ambientais. As
alternativas mais usuais para a sua disposição é a colocação em aterro sanitário, o reuso
industrial, a fabricação de tijolos e cerâmicas, a incineração, a conversão em óleo combustível,
a disposição oceânica, a recuperação de solos e uso agrícola e florestal (BETTIOL &
CAMARGO, 2000). Sendo que uma das alternativas mais convenientes para sua disposição
final é a agricultura, pois o lodo é um material rico em macro e micronutrientes e matéria
orgânica (BETTIOL & CAMARGO, 2000). Na agricultura é recomendada a sua aplicação
como condicionador de solo e ou fertilizante.
A composição do lodo varia de acordo com a origem e o processo de
obtenção. Um lodo típico apresenta em média 40% de matéria orgânica, 4% de nitrogênio, 2%
de fósforo e os demais macro e micronutrientes (BETTIOL & CAMARGO, 2000). Sua
aplicação pode causar alterações nas propriedades físicas, químicas e biológicas dos solos e
substratos, desempenhando um complexo papel na dinâmica dos solos. Com relação às
características físicas, o lodo de esgoto aumenta a retenção de água em solos arenosos e a
infiltração de água em solos argilosos, melhora a estrutura e a estabilidade dos agregados do
solo, além de aumentar a capacidade de troca de ânion e quantidade de matéria orgânica,
proporcionando maior resistência à erosão (CAMARGO & BETTIOL, 2000).
Além disso, o lodo pode tornar o solo supressivo, reduzindo a
severidade de diferentes doenças. A supressão pode ocorrer pelo aumento da atividade
microbiana e da própria microbiota do material, liberação de compostos que induzem
resistência na planta ou são tóxicos aos fitopatógenos e pela mudança de pH e condutividade
elétrica (SANTOS, 2001; SANTOS & BETTIOL, 2003; BETTIOL & CAMARGO, 2006).
Fortes et al. (2000), trabalhando com lodo tratado com cal, atribuíram à elevação do pH,
induzida pelo lodo de esgoto, como responsável pela neutralização do crescimento do fungo R.
solani em laboratório. Porém, Fortes (2004) concluíu que a acidificação do solo foi um dos
fatores responsáveis pelo aumento na incidência de podridão do colmo de milho. Também
17
Bettiol (2004) trabalhando com dois tipos de lodo, verificou que a incidência da podridão do
colmo de milho foi diretamente proporcional à concentração de lodo incorporada ao solo.
Portanto, o efeito do lodo depende do patógeno, da metodologia utilizada nos estudos e
também do tempo entre a aplicação do lodo de esgoto ao solo e sua amostragem para os
estudos. Ghini et al. (2007), avaliando o efeito do lodo sobre a indução de supressividade do
solo a F. oxysporum f.sp. lycopersici, S. rolfsii, S. sclerotiorum, R. solani e Pythium spp.,
verificaram que não houve efeito dos lodos sobre F. oxysporum f.sp. lycopersici em tomateiro,
que houve redução de S. rolfsii em feijoeiro e R. solani em rabanete; que a incidência de
plantas mortas por S. sclerotiorum foi proporcional à concentração de lodo; e que houve
aumento na comunidade e no tombamento de Pythium. Ghini et al. (2006) não observaram o
controle de Pythium spp. quando incorporaram ao solo, com e sem solarização, lodo de esgoto
da ETE-Franca e casca de Pinus, separadamente, concluindo que a qualidade da matéria
orgânica tem extrema importância na indução da supressividade.
Chen e Hoitink (1988) verificaram a redução da severidade de P.
ultimum em plântulas de pepino quando aplicado lodo de esgoto compostado com casca de
madeira. Os autores relatam que o controle ocorreu pela indução da biomassa e da atividade
microbiana, os quais atuaram como antagonistas do fitopatógeno tornando o solo supressivo.
Dissanayaque e Hoy (1999), trabalhando com P. aphanidermatum em cana-de-açúcar,
verificaram que alguns compostos orgânicos, entre eles o lodo de esgoto, quando adicionados
no solo, na forma não esterilizada, suprimiram a doença causada pelo patógeno e aumentaram
o crescimento da planta. Porém, essa habilidade foi reduzida após a desinfestação por vapor
dos compostos. O nível de atividade microbiana do material foi um indicador do potencial
para a supressão da doença.
Santos e Bettiol (2001) verificaram, em comparação com a adubação
mineral, que o lodo de esgoto controlou a podridão do colo, em três cultivos sucessivos de
feijão, sendo o controle diretamente proporcional à sua concentração no solo. Os autores
verificaram ainda inibição do crescimento micelial de Rhizoctonia solani, Fusarium
oxysporum f.sp. phaseoli, Sclerotinia sclerotiorum, Sclerotium rolfsii e Pythium
aphanidermatum.
Alguns projetos de tratamento de esgoto não contemplam seu uso
final anulando assim a possibilidade do seu emprego pelo setor agrícola ou exigindo um
18
monitoramento continuo do lodo para que não ocorra problema de saúde pública. Uma vez
que o lodo pode apresentar quantidade elevada de metais pesados (BETTIOL & CAMARGO,
2006), compostos orgânicos persistentes (TSUTIYA, 2000), patógenos humanos, como
coliformes termotolerantes, Salmonella, helmintos e vírus entéricos (SOCCOL & PAULINO,
2000) e em lodo não compostado a presença de fitopatógenos, como: Fusarium, Aspergillus,
Penicillium, Verticillium e Cephalosporium (GAMBALE et al., 1987), há necessidade de se
caracterizar adequadamente o lodo antes do uso e, de preferência, realizar a sua compostagem.
Os critérios e procedimentos para definir o uso dos lodos de esgoto
gerados em estações de tratamento sanitário, bem como o uso de seus produtos e derivados na
agricultura, foram estabelecidos pelo Conselho Nacional do Meio Ambiente (CONAMA,
2006). O Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA) incluiu o lodo de
esgoto na Instrução Normativa nº15, de 24 dezembro de 2004, que regulamenta o registro de
fertilizantes orgânicos em resposta ao Decreto n
o
4954) uma vez que o uso agrícola de lodo de
esgoto envolve a adição de nutrientes e matéria orgânica ao solo.
2.6 – Resíduos de Animais
Os estercos são fontes de matéria orgânica para a agricultura. No
Brasil são disponíveis para uso os esterco bovinos, suínos, ovinos e de aves entre outros. No
solo/substrato esses resíduos podem melhorar sua característica físico-química e
microbiológica, além de apresentar ação supressora a fitopatógenos (GONÇALVES et al.,
2004). O solo pode tornar-se supressivo por meio do estímulo da comunidade microbiana, em
especial de Trichoderma spp. e da liberação de compostos tóxicos aos fitopatógenos devido à
sua decomposição (CONN & LAZAROVITS, 1999; TENUTA & LAZAROVITS, 2002).
O esterco gerado na suinocultura é um resíduo que pode ser utilizado
na agricultura incorporando no solo e/ou substrato. A matéria orgânica presente no esterco de
suíno é de decomposição rápida, sendo fonte de nutrientes para a planta. A composição média
do excremento de porco é de 80% de água; 0,6% de N; 0,5% de P; 0,45 de K e 0,05% de Ca
(KOEPF et al., 1987). Na literatura há relatos do uso de esterco suíno na redução da incidência
de diferentes patógenos, como P. aphanidermatum em pepino (TIRELLI et al., 2003); V.
19
dahliae em batata (TENUTA & LAZAROVITS, 2002) e S. rolfsii em feijoeiro (MORALES et
al., 2007) entre outros.
Assmann et al. (2006) quando aplicaram concentrações crescentes de
esterco líquido suíno, observaram diminuição da incidência de antracnose na soja pelo
acréscimo nos teores de K no tecido foliar, o qual potencializa a lignificação da folha
dificultando a penetração do patógeno. Morales et al. (2007) verificaram a redução da
intensidade de S. rolfsii em feijoeiro (Phaseolus vulgaris) pela aplicação de chorume suíno. O
controle do patógeno foi explicado pelo aumento da atividade microbiana, da concentração de
amônia e dos níveis de cobre e zinco.
Também os resíduos gerados pelas empresas avícolas, como o esterco
de galinha e a cama aviária, podem ser utilizados. As aves não produzem urina, eliminando
seus compostos nitrogenados nas fezes, logo o resíduo aviário possui compostos ricos em
nitrogênio. Este elemento auxilia no aumento da produção de algumas culturas (SCHERER,
1995; ZÁRATE et al., 1997) e seu excesso causa fitotoxicidade. Na cama aviária encontra-se
de 2,6-3,0% de nitrogênio; 3,9-4,5% de fósforo; e 1,0-3,0% de potássio (SCHERER, 1995).
Os teores variam ligeiramente, dependendo da origem da cama de aviário (corte ou poedeiras)
e do número de camadas de maravalha.
Os resíduos de origem animal podem ser utilizados na agricultura,
para a melhoria da fertilidade e das propriedades físicas e químicas do solo e
conseqüentemente do aumento da produção de diferentes culturas (BLUM et al., 2003). Esses
resíduos são responsáveis pelo aumento do pH e diminuição do teor de alumínio trocável, e,
portanto, dos efeitos tóxicos deste íon para as plantas (ERNANI & GIANELLO, 1983); além
de promover o desenvolvimento da planta. Blum et al. (2003) verificaram em casa de
vegetação, o aumento na ordem de 15% a 50% da emergência e de 90% a 200% de matéria
fresca de plantas de moranga e de pepino, respectivamente, quando aplicada 30 g de cama
aviária por Kg de solo.
Os estercos de ave também podem controlar fitopatógenos presentes
no solo (SCHERER, 1995; ZÁRATE et al., 1997; BLUM et al., 2003), sendo a liberação de
amônia (NH
3
) uma das principais formas de atuação (TSAO & OSTER; 1981). Há relato do
controle de Pythium em crisântemo (GHINI et al., 2002), de F. oxysporum f. sp. basilici em
manjericão doce (Ocimum basilicum) quando utilizado uma mistura de esterco de gado e de
20
galinha com palha de trigo (REUVENI et al., 2002); de Meloidogyne incognita em algodão
(Gossypium hirsutum) (RIEGEL & NOE, 2000) e de Fusarium em cravo com cama aviária
associado a solarização (UREBA et al., 2005) entre outros.
Como no lodo de esgoto, o uso de resíduos animais deve ser
empregado com responsabilidade para não gerar poluição ambiental e doenças no homem.
2.7 – Torta de Mamona
A mamona (Ricinus communis.), pertencente à família Euphorbiaceae,
é uma planta oleaginosa, destacando-se por sua relevante importância econômica e social. Das
sementes é extraído óleo fixo que tem diversas utilidades nas áreas terapêuticas, cosméticas,
biocombustível e indústriais em geral. Após a extração do óleo é obtida a torta de mamona, a
qual tem um altíssimo teor tóxico e por outro lado apresenta alto valor comercial como
fertilizante, fungicida e nematicida. Também é um material rico em carbono que, adicionado
ao solo, é utilizado pelos microrganismos como fonte de energia, promovendo um aumento na
atividade biológica e conseqüente liberação de CO
2
. A maioria dos trabalhos com torta de
mamona aborda o seu emprego no controle de nematóides, como o realizado por Akhtar e
Mohmood (1996). Esses autores verificaram aumento do Meloidogyne aquaticus, que é
predador de várias espécies de nematóides causadores de doenças nas plantas, quando a torta
de mamona foi aplicada 15 dias antes do plantio na quantidade de 2.700 Kg/ha, equivalente a
110 kg/ha de nitrogênio. Por outro lado, a torta de mamona pode favorecer o desenvolvimento
de patógenos, como o relatado por Fenille e Souza (1999) que verificaram o aumento de R.
solani GA-4 HGI em feijoeiro.
2.8 – Resíduos da Indústria de Pesca
Os resíduos gerados pela indústria de pesca podem ser utilizados na
agricultura principalmente como adubo. Os produtos são em geral originários da fermentação
dos resíduos e são registrados como fertilizantes orgânicos, ricos em nutrientes e matéria
orgânica. Dentre esses produtos, existem os à base de hidrolisado de peixe e de emulsão de
peixe. Os resíduos de crustáceos, como o camarão, são moídos e comercializados em pó. A
21
sua aplicação na agricultura é vantajosa por ser um material disponível em grandes
quantidades, ser ambientalmente seguro e não oferecer risco durante a manipulação. Esses
materiais possuem em sua composição quitina, que pode estimular as atividades microbianas
do solo induzindo a supressão de fitopatógenos (ADACHI et al., 1987). Dessa forma, num
país rico em resíduos de crustáceos e pescado, essa é uma fonte que deve ser considerada para
o controle de doenças. A adição desses resíduos aumenta a comunidade de actinobactéria no
solo, que são bons produtores de antibióticos, de Trichoderma spp. e de rizobacterias. Abbasi
et al. (2004) observaram que o hidrolisado de peixe não apresentou toxicidade direta para os
patógenos que causam tombamento, mas criou uma microbiota supressiva a eles. O atraso no
desenvolvimento da doença correspondeu ao aumento da atividade microbiana no solo. CONN
& LAZAROVITZ (1999) verificaram que a comunidade de fungos e bactérias alcançou níveis
máximos sete dias após a adição da emulsão de peixe, o que correspondeu ao início da
supressão da doença. Outra forma de atuação de resíduo de peixe na proteção de plantas se dá
pela liberação de amônia e de ácido graxos voláteis e de seus componentes secundários, como
o acetato, propionato, isobutirato, n-butirato e isovalerato (LAZAROVITZ et al., 2005). Além
disso, há relatos da indução de resistência da planta a fitopatógenos com aplicação de
quitosana (FRANCO & OLIVEIRA JUNIOR, 2008), obtida do processamento de
desacetilização da quitina (BATTISTI & CAMPANA-FILHO, 2008).
O controle de doenças pode ocorrer tanto para patógenos da parte
aérea (MATTOS, 2006) quanto de solo (ABASSI et al., 2004; MATTOS, 2006). Medeiros e
Bettiol (2005) verificaram que um produto à base de casca de camarão fermentada controlou o
oídio da abobrinha quando pulverizado semanalmente a 2%. Mitchell (1962) verificou que a
incorporação no solo de quitina controlou durante as três primeiras semanas a podridão de raiz
provocada por F. solani f. sp. phaseoli. Mitchell (1963) e Adachi et al.(1987) comprovaram
que a adição da quitina ao solo aumentou a população de antagonistas a várias espécies de
Fusarium. Sneh et al. (1971) relataram o controle de R. solani em solos não autoclavados com
a incorporação de quitina. Benchimol et al. (2006) verificaram o aumento de 20% da
sobrevivência da pimenteira-do-reino, além da elevação da massa seca, com a aplicação de 1%
de casca de caranguejo-do-mangue no solo com F. solani f. sp piperis. Domingues (2006)
observou a diminuição da população de F. oxysporum f. sp. zingiberi e o aumento da
população de actinobactérias no solo tratado com casca de camarão. Lazarovits et al. (2006)
22
obtiveram o controle de Pythium e Rhizoctonia por meio da introdução de emulsão de peixe
em solos e substratos. Mattos (2007) verificou que o hidrolisado de peixe, incorporado em
substrato previamente infestado com F. oxysporum f. sp. lycopersici raça 3, em concentrações
superiores a 5%, controlou a murcha de Fusarium em tomate cultivar Santa Clara suscetível à
raça 3.
2.9 – Biofertilizante
Biofertilizante, segundo o DECRETO do MAPA Nº 4.954 DE 14 DE
JANEIRO DE 2004 (MAPA, 2004), “é um produto que contém princípio ativo ou agente
orgânico, isento de substâncias agrotóxicas, capaz de atuar, direta ou indiretamente, sobre o
todo ou parte das plantas cultivadas, elevando a sua produtividade, sem ter em conta o seu
valor hormonal ou estimulante”. Uma das formas de produção é a obtida pela digestão
anaeróbica ou aeróbica de material orgânico de origem animal ou vegetal em meio líquido em
um equipamento denominado biodigestor (BETTIOL et al., 1998).
O biofertilizante pode fornecer proteínas, enzimas, vitaminas,
antibióticos naturais, alcalóides, macro e micronutrientes e microrganismos. No solo, promove
a melhoria das propriedades físicas e biológicas diminuindo a densidade aparente e
estimulando a atividade microbiana. Com a utilização continuada pode reduzir a acidez e
enriquecer o solo. Essa ação se deve à capacidade do biofertilizante de reter bases, pela
formação de complexos orgânicos e pelo desenvolvimento de cargas negativas. Com a sua
aplicação pode aumentar os teores de N, P, Ca, Mg e K no solo (PENTEADO, 2004).
Collard (2000), com pulverizações do biofertilizante Agrobio
®
em
mudas de maracujazeiro amarelo (Passiflora edulis f. flavicarpa) verificou maior altura;
número de ramos e de frutos da cultura. Villela Junior et al. (2003) verificaram que a
substituição parcial de adubos minerais por biofertilizante à base de esterco bovino pode ser
uma alternativa adequada ao horticultor na produção de meloeiro hidropônico.
Além disso, o biofertilizante pode ser utilizado como defensivo
natural, principalmente devido à presença de Bacillus subtillis, aumentando o vigor e a
resistência da planta (PENTEADO, 2004). A atuação antibiótica e a indução de resistência
sistêmica da planta são provavelmente os principais mecanismos de ação do biofertilizante
23
para o controle de doenças. O que pode ocorrer tanto pela presença de metabólitos produzidos
pelos microrganismos presentes no biofertilizante, como pela ação direta dos organismos
sobre o patógeno e hospedeiro. Ainda, pode ser considerada a ação direta dos nutrientes
presentes no biofertilizante sobre os patógenos (BETTIOL et al, 1998; D´ANDRÉA &
MEDEIROS, 2002). Tratch e Bettiol (1997) verificaram inibição do desenvolvimento de
Alternaria solani, Stemphylium solani, Septoria licopersici, S. sclerotiorum, B. cinerea e
Fusarium com biofertilizante na concentração de 10%. Também, verificaram inibição da
germinação de conídios de B. cinerea e de A. solani, na concentração de 20% e 10%,
respectivamente. Deleito et al. (2004) obtiveram em ensaios in vitro o controle de
Xanthomonas campestris pv. vesicatoria a partir da concentração de 5% do biofertilizante
Agrobio
®
comercial. Bernardo e Bettiol (2008) não conseguiram o controle eficiente da pinta
preta em frutos cítricos quando pulverizado biofertilizante. Em contrapartida, Kupper et al.
(2006), trabalhando com outros biofertilizantes, verificaram redução na pinta preta em frutas
cítricas. Esse aspecto indica que o efeito do biofertilizante está relacionado com a sua origem,
composição e forma de obtenção.
24
3 – MATERIAL E MÉTODOS
A maioria dos experimentos foram conduzidos na propriedade do
engenheiro agrônomo Adrianus Pennings, em Holambra/SP, a qual tem problema de Fusarium
oxysporum f. sp. chrysantemi, com exceção do teste de patogenicidade e do experimento com
concentrações de quitosana que foram realizados em casa de vegetação do Setor de Campo
Experimental da Embrapa Meio Ambiente em Jaguariúna/SP. As análises físico-químicas e
biológicas dos substratos foram realizadas no Laboratório de Análise de Solo e Planta do
Instituto Agronômico em Campinas/SP e do Laboratório de Microbiologia Ambiental da
Embrapa Meio Ambiente, em Jaguariúna/SP.
No trabalho foram utilizadas três cultivares de crisântemo
(Crysanthemum morifolium) tipo Bola-Belga: Papirus White, Yellow Marino e/ou Vera Dark.
Nos experimentos desenvolvidos no produtor, não foi realizada
inoculação artificial do Fusarium, uma vez que a água e o sistema de irrigação estavam
naturalmente infestados com o patógeno (10
-4
UFC/mL). A irrigação e/ou fertirrigação foi
realizada de forma automatizada de 3-4 vezes por dia. De cada experimento realizado, foi
obtido, de plantas de crisântemo sintomáticas, um isolado de Fusarium oxysporum para o teste
de patogenicidade. Os isolados foram obtidos em meio Komada (1g de K
2
HPO
4
; 0,5g de KCl;
0,5g de MgSO
4
.7H
2
O; 0,01g de FeNa-EDTA; 0,2g de L-asparagina; 20g de D-galactose; 15g
de ágar; 1g de bórax; 0,5g de oxgall; 1g de PCNB 75%, 0,5g de estreptomicina para 1000mL
25
de H
2
O) (KOMADA, 1975), identificados em microscópio óptico pelas características
morfológicas, multiplicados em meio de batata-dextrose-ágar (200mL de caldo de batata, 20g
e dextrose, 16g de ágar para 800mL H
2
O) e preservados em água esterilizada.
Para realização do ensaio com quitosana, os isolados de Fusarium,
obtidos de plantas de crisântemo sintomáticas, foram cultivados em meio líquido de batata-
dextrose (BD - 200mL de caldo de batata, 20g e dextrose para 800mL H
2
O) para posterior
incorporação em talco esterilizado. O preparado foi diariamente misturado até sua secagem.
No talco o Fusarium formou clamidósporos, com os quais foi infestado o substrato (SILVA &
BETTIOL, 2005). Para o teste de patogenicidade, mudas de crisântemo foram plantadas em
substrato Multiplant
®
(à base de casca de Pinus) esterilizado e infestado com clamidósporo de
Fusarium. Além disso, em plantas desenvolvidas nos substratos não infestados foi realizada a
inoculação de 10
7
conídios/mL com volume de 0,6 com auxílio de seringa.
3.1 – Condução da Cultura
A produção de crisântemo tipo Bola-belga foi realizada por meio do
plantio de mudas, formadas por enraizamento de estaca, em vasos plásticos pote 20 contendo
3,3L dos substratos testados. Na primeira semana após o plantio das mudas, a irrigação foi
realizada com água e nas dezessete semanas seguintes com adição da solução nutritiva (nitrato
de cálcio 500g/1000L; kristasol 5-30-15 600g/1000L; sulfato de potássio 600g/1000L; sulfato
de magnésio: 250g/1000L e nitrato de amônio 250g/1000L). Durante as 10 primeiras semanas,
as plantas foram mantidas em ambiente com regime de luz com mais de 15 horas/dia para
estimular o crescimento vegetativo (fase vegetativa). Depois, as plantas foram transferidas
para ambiente com fotoperíodo menor que 12 horas/dia para induzir o florescimento (fase
generativa).
3.2 – Substratos Comerciais e Matérias Orgânicas
Os substratos comerciais utilizados como base para a incorporação
das matérias orgânicas foram: (a) Multiplant
®
à base de casca de Pinus (pH 5,5; EC 0,6µS),
26
(b) Lanzi
®
à base de mistura de composto orgânico (pH 6,74; EC 1,64 µS) e (c) Biogrow
®
à
base de turfa (pH 5,8; EC 0,5 µS).
As matérias orgânicas testadas para a indução de supressividade de
substrato a Fusarium em crisântemo foram: (a) lodo de esgoto da estação de tratamento de
esgoto de Jundiaí/SP; (b) lodo de esgoto da ETE Jundiaí/SP compostado com poda de árvore
(lodo de esgoto compostado); (c) hidrolisado de peixe (Fishfertil
®
), comercializado por Gerbi
Ltda.; (d) torta de mamona comercializada por A. Azevedo – Itupeva/SP; (e) esterco de suíno
de um produtor obtido em Holambra/SP; (f) cama aviária de poedeira criado em sistema
orgânico em Jaguariúna/SP; (g) casca de camarão moída comercializada por Agrovortex –
Itatiba/SP; (h) biofertilizante e (i) quitosana (Tabela 1 e 2).
Tabela 1: Composição do hidrolisado de peixe
Atributos P/P (%) (P/V) (g/L)
N 1 11,5
P
2
O
5
sol. em H
2
O 2 23
Ca 1 11,5
Fe 0,25 2,88
Mn 0,05 0,58
Mo 0,01 0,12
Carbono 18 207
Dados fornecidos pelo fabricante. P/P= peso/peso; P/V= peso/ volume
Os substratos potencialmente supressivos foram preparados por meio
da incorporação aos substratos comerciais de diferentes combinações dos materiais testados
e/ou mistura de substratos comerciais, com auxílio de uma betoneira e/ou enxada por
aproximadamente 5 minutos. Após dez dias de incubação os substratos foram colocados nos
vasos para plantio das mudas de crisântemo. Os vasos foram mantidos nas condições normais
de condução da cultura.
27
Tabela 2. Atributos das fontes de matéria orgânica (esterco de suíno-ES, cama aviária-CA, lodo de esgoto-LE, lodo de esgoto
compostado-LEC, torta de mamona-TM, casca de camarão-CC e biofertilizante-B) utilizadas nos ensaios para indução de
supressividade de substrato à murcha de Fusarium em crisântemo.
ATRIBUTOS ES CA LE LEC TM CC B*
pH
7,5 8,2 4,5 6,5 6,5 - 4,9
N
16,9 36,9 26,2 13,8 50 5 0,7
P
31,7 12,9 10,7 2,8 - 25 0,1
K
6,9 20,2 1,7 4,13 - - 0,1
Ca
42,8 30,0 2,3 5,6 - 166 0,2
Mg
12,5 4,5 0,9 0,9 - - 0,1
S
2,3 4,5 6,4 4,5 - - 0,1
Carbono
137,7 384,0 264,6 321 350 - 41,1
Fe
g/Kg
11,5 1,9 45,4 14,5 - - 402,5
B
17,6 49,0 58,0 51,1 - - 0,01
Cu
229,2 56,7 1058,0
93,9 - - 15,0
Mn
1167,0 422,7 82,4 - - - 7,5
Zn
mg/Kg
932,5 375,8 123,4 448 - - 30,0
Umidade
20,1 15,2 14,6 52,9 10 10 99,6
Proteína Bruta
- - - - - 30 -
Extrato etéreo
(%)
- - - - - 6 -
Relação C/N -
8,1 10,4 10,1 - - - -
*Dados em porcentagem.
28
3.3 – Avaliações Realizadas nas Plantas e nos Substratos
O potencial de supressão dos substratos foi analisado pela severidade
da murcha causada por Fusarium. A severidade foi avaliada por meio de uma escala de notas
proposta por Pinto e Bettiol (2006), sendo 0 = planta sadia, 1 = planta com os vasos da haste
central levemente escurecido, 2 = planta com os vasos da haste central totalmente escurecido,
3 = planta com os vasos da haste central totalmente escurecido e pelo menos uma das hastes
secundárias com vasos escurecidos, 4 = planta com sintoma de murcha e com todos os vasos
escurecido e 5 = planta morta. A confirmação da presença do fungo nas plantas foi realizada
pelo plaqueamento de fragmentos das hastes em meio de Komada (KOMADA, 1975), para
posterior observação das estruturas do fungo em microscópio óptico. As avaliações de
severidade foram destrutivas e realizadas após 8, 12, 15 e 20 semanas do transplantio, sendo
avaliados 5 vasos de cada tratamento por época.
Em alguns experimentos, após 12 semanas do plantio foi realizada a
avaliação da comunidade de bactérias e fungos totais presentes na rizosfera do crisântemo.
Para tanto, foram retiradas alíquotas de 1g de substrato rizosférico representativo de cada
tratamento e adicionados 9mL de água destilada esterilizada para realização de diluições em
série até a concentração de 10
-5
. Depois, placas de Petri de 9cm de diâmetro, contendo meio de
cultura foram divididas em quadrantes, sendo em cada um depositadas quatro alíquotas de
10µL correspondente a uma diluição (10
-2
, 10
-3
, 10
-4
, 10
-5
). As placas foram mantidas em
sala com a temperatura de aproximadamente 24°C±3. A avaliação foi realizada pela contagem
do número de colônias originadas a partir de cada gota, após 24 horas para bactérias e três dias
para fungos. O meio utilizado para contagem de bactérias foi King B (10g de proteose-
peptona; 1,5g de K
2
HPO
4
; 1,5g MgSO
4
.7H
2
O; 10mL de glicerol; 16g de ágar; 100mg de
cicloheximida; 50mg de ampicilina; 12,5g de clorofenicol; 5mg de PCNB 75% para 1000mL
de H
2
O em pH 7,2); e para fungos foi o meio de Martin (1g de K
2
HPO
4
; 0,5g de
MgSO
4
.7H
2
O; 5g de peptona; 10g de dextrose; 0,03g de rosa de bengala; 0,03g de
estreptomicina; 16g de ágar para 1000mL de H
2
O) (MARTIN, 1950). Posteriormente, foi
determinado o número de unidades formadoras de colônia por grama de substrato (UFC/g).
A condutividade elétrica (EC) e o pH dos substratos foram
determinados após 12 semanas do transplantio das mudas. Amostras dos substratos foram
29
coletadas de quatro repetições de cada tratamento. Para a condutividade elétrica foi coletada
uma amostra de 10 mL de substrato em frasco plástico com tampa, em duplicata, nos quais
foram adicionados 50 mL de água bidestilada. Os frascos foram mantidos em agitador
reciprocante com 120 rpm por 2 horas. Após a agitação, os frascos ficaram em repouso por 24
horas para posterior centrifugação a 2000 rpm, por 5 minutos e leitura da condutividade do
sobrenadante em condutivímetro (ECTestr High) com variação de 0 a 19,90 mS. Para
determinar o pH foram pesadas 10g de substrato em frasco plástico com tampa, em duplicata e
adicionadas 25 mL de água bidestilada. A suspensão foi agitada por 15 minutos a 120 rpm.
Após repousar por 3 horas foi realizada a leitura em pHmetro Digimed.
A atividade microbiana total do substrato foi avaliada pelo método da
hidrólise de diacetato de fluoresceína (FDA) descrito por Boehm e Hoitink (1992). Para a
hidrólise de FDA foram colocadas 5g de cada amostra de substrato, em triplicata, em
Erlenmeyer de 250 mL, juntamente com 20 mL de tampão fosfato de potássio 60mM (8,7g de
K
2
HPO
4
, 1,3g DE KH
2
PO
4
; 1000mL de água destilada; pH 7,6). A reação de hidrólise de FDA
foi iniciada com a adição de 0,2 mL da solução estoque de FDA (Sigma Chemical Co.). As
amostras foram agitadas a 160 rpm e incubadas a temperatura ambiente, durante 20 minutos.
A reação foi interrompida pela adição de 20 mL de acetona P.A. por recipiente. Em seguida,
as amostras foram filtradas, utilizando-se papel de filtro Watman nº 1, sendo os filtrados
recolhidos em tubo de cultura e tampados para evitar a evaporação da acetona. Logo após, em
espectrofotômetro, foi determinada a absorbância dos filtrados a 490 nm. A concentração de
FDA hidrolisado (µg de FDA hidrolisado g
-1
de substrato seco por minuto) foi determinada
com auxílio da curva padrão por meio da correlação com a absorbância lida na amostra e o
FDA hidrolisado. A curva foi obtida adicionando-se FDA nas concentrações de 0, 100, 200,
300 e 400 µg, em 5 mL de solução tampão fosfato de potássio, contidos em tubo de ensaio. Os
tubos foram fechados e colocados em banho-maria a 100º C por uma hora para a hidrólise
total do FDA. Após a hidrólise, o FDA foi adicionado a Erlenmeyer de 250 mL contendo 5g
de substrato em 10 mL de tampão fosfato de potássio, com três repetições. Os Erlenmeyers
foram colocados em agitador a 160 rpm à temperatura ambiente, durante 20 minutos. Em
seguida, foi adicionado imediatamente 20 mL de acetona em cada frasco para interromper a
reação. Depois, as amostras foram filtradas e recolhidas para determinação da absorbância em
espectrofotometria a 490 nm.
30
Quando necessário, foram avaliadas variavéis fitotécnicas, como
altura, diâmetro da copa, peso do sistema radicular e número de ramos. A altura e o diâmetro
das plantas de crisântemo foram determinados com o auxílio de uma régua e/ou trena
graduada. Para a altura, foi colocada a régua na superfície do substrato até o final da parte
aérea e para o diâmetro foram medidos dois diâmetros da parte aérea e sem seguida foi feita à
média. As avaliações foram simultâneas às avaliações da severidade da doença. Os resultados
obtidos foram apresentados em centímetro. Para a avaliação da raiz retirou-se todo o substrato
aderido com auxilio de água corrente para posterior pesagem. Os resultados foram
apresentados na unidade grama (g). O número de ramos foi avaliado pela contagem dos ramos
provenientes da haste central.
A análise dos atributos químicos dos substratos foram realizadas no
Laboratório de Análise de Solo do Instituto Agronômico de Campinas pelo método holandês
com extração 1:1,5 (substrato: água), segundo Sonneveld et al. (1974) e Sonneveld e van
Elderen (1994).
Os experimentos foram todos inteiramente casualizados com 20
repetições. Os resultados de severidade obtidos nas quatro datas de avaliação foram
transformados em área abaixo da curva do progresso da severidade (AACPS) pelo programa
Sigma Plot 10.0. As análises estatísticas dos dados foram feitas utilizando-se os programas
SAS (SAS, 1993).
3.4 – Indução de Supressividade à Murcha de Fusarium spp. pela Incorporação de
Quatro Fontes de Matéria Orgânica
O experimento visou avaliar o potencial de quatro fontes matéria
orgânica (cama aviária, esterco de suíno, lodo de esgoto e torta de mamona) incorporadas ao
substrato à base de casca de Pinus em induzir a supressividade a Fusarium. Para isso, as
matérias orgânicas foram incorporadas individualmente ou em mistura no substrato
Multiplant
©
(Tabela 3). Nos substratos foram plantadas as três cultivares de crisântemo
(Papirus White, Yellow Marino e Vera Dark). A infestação do substrato com Fusarium foi
realizada naturalmente via irrigação. A condução do experimento e as avaliações foram como
descritas anteriormente.
31
Tabela 3. Combinações e proporções de fontes de matéria orgânica em substrato à base de
casca de Pinus na obtenção de substrato supressivo à murcha de Fusarium em crisântemo.
Tratamento
Lodo de
esgoto
(%)
Esterco
suíno
(%)
Cama
aviária
(%)
Torta de
mamona
(%)
Casca de
Pinus
(%)
1 0 0 0 0 100
2 10 0 0 0 90
3 20 0 0 0 80
4 30 0 0 0 70
5 0 0 0 10 90
6 0 0 0 20 80
7 0 0 0 30 70
8 0 10 0 0 90
9 0 20 0 0 80
10 0 30 0 0 70
11 0 0 10 0 90
12 0 0 20 0 80
13 0 0 30 0 70
14 10 0 10 10 70
15 10 10 0 10 70
16 10 10 10 0 70
17 0 10 10 10 70
18 15 0 0 15 70
19 15 0 15 0 70
20 15 15 0 0 70
21 0 15 15 0 70
22 0 0 15 15 70
23 0 15 0 15 70
32
3.5 – Efeito de Trichoderma asperellum no Biocontrole da Murcha de Fusarium
spp. em Crisântemo
O experimento foi realizado misturando-se ao substrato à base de
casca de Pinus Multiplant
©
milheto colonizado com T. asperellum nas concentrações de 0, 10,
20, 30, 40, 50 e 60 g por litro de substrato. Além disso, metade dos vasos de cada
concentração foi regado uma vez por semana com suspensão contendo 10
8
conídios de
Trichodema asperellum/ml durante 10 semanas. Após a introdução do antagonista foi
realizado o plantio dos crisântemos ‘Papirus White’ e ‘Yellow Marino’. A infestação do
substrato com Fusarium, a condução do ensaio e as avaliações foram como descritas
anteriormente.
3.6 – Efeito de Produtos da Indústria Pesqueira no Controle da Murcha de
Fusarium spp. em Crisântemo
O potencial de hidrolisado de peixe, casca de camarão e quitosana foi
testado no controle de Fusarium em crisântemo. Para avaliar o hidrolisado de peixe foram
realizados dois experimentos. No primeiro, o hidrolisado de peixe foi incorporado ao substrato
à base de casca de Pinus Multiplant
®
nas concentrações de 0, 10, 20, 30, 40 e 50 % do volume
de água necessário para atingir a capacidade de campo do substrato contido em vasos, via
irrigação por inundação. No segundo, foram incorporados os mesmos volumes de hidrolisado
de peixe nos substratos com auxílio de betoneira. Após 10 dias de incubação foi plantada uma
muda por vaso de ‘Papirus White’ e ‘Yellow Marino’. A infestação do Fusarium, a condução
do ensaio e as avaliações foram como descritas anteriormente.
Em relação à casca de camarão, foi instalado um experimento
misturando-se 0, 1, 2, 3, 4 e 5 % (v/v) de casca de camarão moída em substrato à base de casca
de Pinus Multiplant
®
. Nesse experimento foi cultivado apenas o crisântemo ‘Papirus White’.
A infestação do Fusarium, a condução do ensaio e as avaliações foram como descritas
anteriormente.
33
Para avaliar o potencial da quitosana no controle do patógeno foi
realizado o experimentos em casa de vegetação na Embrapa Meio Ambiente. Primeiramente,
foi transplantada uma muda de crisântemo ‘Papirus White’ por vaso contendo substrato à base
de casca de Pinus (Multiplant
®
). As pulverizações foram semanais na parte aérea da planta
com quitosana nas concentrações de 0, 25, 50, 100, 200 mg/L até a décima semana.
Simultaneamente, foi introduzido na irrigação o Fusarium oxysporum em talco (SILVA &
BETTIOL, 2005) na concentração de 10
4
UFC/g de substrato. O ensaio foi conduzido por
dezoito semanas, quando foi avaliada a severidade da doença.
3.7 – Efeito do Biofertilizante no Controle da Murcha de Fusarium spp. em
Crisântemo
Para avaliar o potencial do biofertilizante produzido aerobicamente na
supressão do Fusarium, foi incorporado ao substrato à base de casca de Pinus Multiplant
®
,
com auxílio de betoneira, as concentrações de 0, 10, 20, 30, 40 e 50 % (v/v) do volume de
água necessário para atingir a capacidade de campo. Após este processo, foi plantada uma
muda de crisântemo ‘Papirus White’ e ‘Yellow Marino’, separadamente, por vaso. A
infestação do Fusarium e as avaliações foram semelhantes às descritas anteriormente.
3.8 – Efeito Supressivo de Lodo de Esgoto e de Composto Comercial Lanzi
®
Incorporados ao Substrato à Base de Casca de Pinus à Murcha de Fusarium spp. do
Crisântemo
Primeiramente foram realizados dois experimentos distintos para
avaliar a melhor concentração de lodo de esgoto e composto Lanzi
®
para o controle da murcha
de Fusarium, quando incorporados individualmente ao substrato à base de casca de Pinus
Multiplant
®
. As concentrações utilizadas foram de 0, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 e 100%
(v/v) tanto para lodo de esgoto quanto para o composto Lanzi
®
. Depois de dez dias de
incubação foi transplantada uma muda de crisântemo ‘Papirus White’ por vaso.
Posteriormente, utilizando a mesma variedade de crisântemo, foi realizado outro experimento
combinando concentrações de lodo de esgoto, composto Lanzi
®
e substrato à base de casca de
34
Pinus Multiplant
®
, para verificar a melhor combinação visando ao controle do patógeno. Os
tratamentos estão descritos na Tabela 4. A condução e as avaliações foram semelhantes às
descritas anteriormente.
Tabela 4. Tratamentos formados por diferentes combinações de lodo de esgoto, composto
Lanzi
®
e substrato à base de casca de Pinus Multiplant
®
para obtenção de substrato supressivo
à murcha de Fusarium em crisântemo.
Tratamento Multiplant
®
(%) Lanzi
®
(%) Lodo (%)
1 50 10 40
2 50 20 30
3 50 25 25
4 50 30 20
5 50 40 10
6 100 0 0
7 0 100 0
8 0 80 20
9 0 60 40
10 0 40 60
11 0 20 80
12 0 50 50
13 0 0 100
14 30 10 60
15 30 20 50
16 30 30 40
17 30 40 30
18 30 35 35
19 30 50 20
20 30 60 10
35
3.9 – Indução de Supressividade à Murcha de Fusarium spp. pela Incorporação de
Lodo de Esgoto Compostado e Cama Aviária a Substrato à Base de Turfa
O lodo de esgoto compostado e a cama aviária foram incorporados
separadamente nas concentrações de 0, 10, 25, 50, 75 e 100 % e de 0, 10, 15, 25 e 50 % (v/v),
respectivamente, ao substrato comercial à base de turfa - Biogrow
®
, antes do plantio do
crisântemo ‘Papirus White’. A infestação do Fusarium, a condução dos ensaios e as avaliações
foram como descritas anteriormente.
3.10 – Potencial de Lodo de Esgoto, Biofertilizante, Hidrolisado de Peixe,
Quitosana e Trichoderma asperellum no Controle da Murcha de Fusarium spp. em
Crisântemo
Foram realizados dois experimentos distintos. No primeiro foi
coletado substrato à base de casca de Pinus Multiplant
®
de vasos com plantas de crisântemo
doentes/mortas com Fusarium. Metade deste substrato foi desinfestada por meio de vapor de
água por aproximadamente 12 horas a temperatura de 80ºC e a outra metade não foi
desinfestada. Depois disso, foi misturado ao substrato com e sem tratamento térmico, os
seguintes materiais: lodo de esgoto nas concentrações de 0%, 10%, 20% e 30%(v/v), com e
sem biofertilizante (14mL/L) e com e sem suspensão de T. asperellum (10
8
conídios/mL). Os
substratos foram colocados em vasos para posterior plantio de mudas de crisântemo ‘Papirus
White’. Além disso, durante 10 semanas foi pulverizado semanalmente na parte aérea das
plantas, em metade dos vasos de cada tratamento, quitosana na concentração de 200 mg/L. A
infestação do substrato, a condução do experimento e as avaliações foram semelhantes às
descritas anteriormente. No segundo experimento foram realizados os mesmos tratamentos
alterando apenas o biofertilizante por hidrolisado de peixe (10mL/L). Cada experimento foi
composto por 64 tratamentos com 20 repetições cada (Figura 1).
36
Figura 1. Tratamentos utilizados para testar o potencial de lodo de esgoto, biofertilizante,
hidrolisado de peixe, Trichoderma asperellum e quitosana no controle da murcha de Fusarium
em crisântemo.
com Trichoderma
sem Trichoderma
sem biofertilizante
e/ou
hidrolisado de peixe
com biofertilizante
e/ou
hidrolisado de peixe
lodo 0%
com Trichoderma
sem Trichoderma
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com Trichoderma
sem Trichoderma
lodo 10%
com Trichoderma
sem Trichoderma
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com Trichoderma
sem Trichoderma
lodo 20%
com Trichoderma
sem Trichoderma
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com Trichoderma
sem Trichoderma
lodo 30%
com Trichoderma
sem Trichoderma
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
Substrato
com e/ou sem
desinfestação
com quitosana
sem quitosana
sem biofertilizante
e/ou
hidrolisado de peixe
sem biofertilizante
e/ou
hidrolisado de peixe
sem biofertilizante
e/ou
hidrolisado de peixe
com biofertilizante
e/ou
hidrolisado de peixe
com biofertilizante
e/ou
hidrolisado de peixe
com biofertilizante
e/ou
hidrolisado de peixe
37
3.11 – Potencial da Combinação de Cama Aviária, Esterco de Suíno, Composto
Lanzi
®
, Biofertilizante, Hidrolisado de Peixe e Quitosana no Controle da Murcha de
Fusarium spp. em Crisântemo
De forma semelhante ao ensaio anterior, foi coletado substrato à base
de casca de Pinus Multiplant
®
de vasos com plantas de crisântemo doentes/mortas por
Fusarium. Metade do substrato foi desinfestada por meio de vapor de água por
aproximadamente 12 horas a temperatura de 80ºC e a outra metade não foi desinfestada.
Depois disso, foi misturado ao substrato, com e sem tratamento térmico, 30% (v/v) de cama
aviária, esterco suíno e composto Lanzi
®
, separadamente. A esses substratos foi incorporado
ou não biofertilizante (14mL/L) e hidrolisado de peixe (10mL/L). Os substratos, depois de
preparados, foram colocados em vasos e plantada uma muda por vaso de crisântemo ‘Papirus
White’. Além disso, foi realizada a pulverização semanal de quitosana na parte aérea das
plantas na concentração de 200 mg/L, durante 10 semanas em metade de cada tratamento. A
infestação do substrato com Fusarium, a condução do experimento e avaliação foram
semelhantes aos descritos anteriormente. O experimento constou de 64 tratamentos com 20
repetições cada (Figura 2).
38
Figura 2. Tratamentos utilizados para testar o potencial de esterco suíno, cama aviária, casca
de Pinus e composto Lanzi
®
, biofertilizante, hidrolisado de peixe e quitosana no controle da
murcha de Fusarium em crisântemo.
com biofertilizante
sem biofertilizante
sem hidrolisado de peixe
com hidrolisado de peixe
30%
esterco suíno
com biofertilizante
sem biofertilizante
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com biofertilizante
sem biofertilizante
sem hidrolisado de peixe
com hidrolisado de peixe
com biofertilizante
sem biofertilizante
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com biofertilizante
sem biofertilizante
sem hidrolisado de peixe
com hidrolisado de peixe
com biofertilizante
sem biofertilizante
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com biofertilizante
sem biofertilizante
sem hidrolisado de peixe
com hidrolisado de peixe
com biofertilizante
sem biofertilizante
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
com quitosana
sem quitosana
30%
cama aviária
30%
casca de Pinus
30%
composto Lanzi
®
Substrato
com e/ou sem
desinfestação
39
4 – RESULTADO
4.1 – Indução de Supressividade à Murcha de Fusarium spp. pela Incorporação de
Quatro Fontes de Matéria Orgânica
O lodo de esgoto e a cama aviária controlaram a murcha de Fusarium
quando incorporadas nas concentrações de 10, 20 e 30% (v/v) em substrato à base de casca de
Pinus Multiplant
®
. Por outro lado, a torta de mamona e o esterco suíno não controlaram a
doença. A redução da área abaixo da curva do progresso da severidade (AACPS) para o lodo
de esgoto foi significativa para todas as concentrações, o mesmo ocorreu com a cama aviária
em relação à testemunha (Tabela 5). Entretanto, apenas o lodo de esgoto incorporado ao
substrato à base de casca de Pinus promoveu controle superior a 84%. É importante salientar
que todas as plantas produzidas com lodo de esgoto e cama aviária obtiveram padrão para a
comercialização. A torta de mamona, além de não controlar o patógeno, causou a morte das
plantas nas concentrações de 20 e 30% por fitotoxicidade.(Tabela 5 e Figura 3)
40
'Papirus White'
0
10
20
30
40
50
60
70
0 %
10 %
20 %
30 %
'Vera Dark'
0
10
20
30
40
50
60
70
'Yellow Marino'
Fonte de Matéria Orgânica
LE TM ES CV
AACPS
0
10
20
30
40
50
60
70
Figura 3. Efeito da incorporação de lodo de esgoto (LE), torta de mamona (TM), esterco de
suíno (ES) e cama aviária (CV) em substrato à base de casca de Pinus no controle de
Fusarium nas variedades Papirus White, Vera Dark e Yellow Marino de crisântemo avaliado
pela área abaixo da curva do progresso da severidade (AACPS). As barras são valores médios,
acompanhadas de seu erro padrão. Torta de mamona nas concentrações de 20 e 30% mataram
as plantas por fitotoxicidade.
41
Tabela 5. Área abaixo da curva de progresso da severidade (AACPS) da murcha de Fusarium
em crisântemo tipo Bola-belga quando incorporado lodo de esgoto, cama aviária, esterco suíno
e torta de mamona ao substrato comercial à base de casca de Pinus.
Concentração
(%)
Lodo de
esgoto
Cama
aviária
Esterco suíno
Torta de
mamona
0 33,4 a A 33,4 a A 33,4 ab A 33,4 a A
10 4,0 b B (88) 8,6 c B (74) 26,0 ab A (22) 31,1 a A (6)
20 5,4 b C (84) 8,2 c C (75) 26,6 a B (20) f*
30 3,3 b D (90) 14,3 b C (57) 27,3 a B (18) f*
Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si (Tukey, P=0,05). Letras minúsculas
são comparadas na vertical e maiúsculas na horizontal. R
2
de 0,944253 e CV de 18,62%. f*
morte das plantas por fitotoxicidade. Entre parênteses são valores de porcentagem de controle
de murcha de Fusarium em relação à testemunha.
Quando analisado cada tratamento como um substrato, nota-se que os
substratos formados foram significativamente influentes na evolução da doença e o modelo
geral também foi adequadamente ajustado (R²= 0,8839; 0,9010; 0,8237) e teste de F
significativo (< 0,0001) para as três cultivares. Para o esterco suíno, torta de mamona e casca
de Pinus a área abaixo da curva de progresso da severidade foi diretamente proporcional ao
aumento no percentual destes produtos na combinação. Em contrapartida, a área foi
inversamente proporcional ao aumento nos percentuais de lodo de esgoto e de cama aviária,
sendo o efeito do lodo mais intenso que o da cama aviária (-0,73793 contra -0,30665)(Tabela
6).
42
Tabela 6. Análise estatística referente ao uso de quatro fontes de matéria orgânica na obtenção
de substrato supressivo a Fusarium em três cultivares de crisântemo.
Cultivar crisântemo Yellow Marino Papirus White Vera Dark
F 167.42 200.14 102.76
Pr > F < 0,0001 < 0,0001 < 0,0001
R
2
0,8839 0.9010 0,8237
Lodo de esgoto -0,73793** -0,65865** -0,60962**
Esterco suíno 0,34309* 0,39889* 0,12618ns
Cama aviária -0,30665** -0,29178** -0,16859ns
Torta de mamona 1,18873** 1,17930** 1,11079**
Casca de Pinus 0,25217** 0,25153** 0,20995**
* significativo a 95%, ** significativo a 99% e ns não significativo.
Com relação às cultivares testadas os sintomas foram semelhantes,
pois não diferiram quanto à severidade dentro de cada fonte de matéria orgânica, com exceção
da cultivar Yellow Marino que teve menor severidade em esterco suíno. O lodo de esgoto e a
cama aviária destacaram-se na redução da severidade da doença nas três cultivares de
crisântemo. (Tabela 7)
Tabela 7. Área abaixo da curva de progresso da severidade (AACPS) da murcha de Fusarium
em três cultivares de crisântemo Bola-belga quando incorporado lodo de esgoto, cama aviária,
esterco suíno e torta de mamona ao substrato comercial à base de casca de Pinus.
AACPS
Cultivar
Lodo de esgoto Cama aviária Esterco suíno Torta de mamona
Papirus White 12,4 a B 16,5 a B 3,17 a C 47,4 a A
Vera Dark 12,0 a C 16,2 a C 30,5 a B 46,8 a A
Yellow Marino 10,2 a C 15,7 a BC 22,8 b B 44,2 a A
Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si (Tukey, P=0.05). Letras minúsculas
são comparadas na vertical e maiúscula na horizontal. R
2
de 0,944253 e CV de 18,62%
43
O pH do substrato não diferiu nas concentrações de 10, 20 e 30% das
matérias orgânicas testadas. Todavia, o lodo de esgoto ocasionou a redução do pH no substrato
em relação à testemunha. A cama aviária elevou e o esterco suíno não alterou o pH do
substrato (Tabela 8). Em relação à condutividade elétrica (EC), nos tratamentos com lodo de
esgoto e esterco suíno houve aumento (Tabela 9) das concentrações avaliadas. Pela avaliação
da hidrólise de diacetato de fluoresceína (FDA), a cama aviária foi a que sustentou a atividade
microbiana mais elevada até 13 semanas após a incorporação no substrato (Tabela 10).
Entretanto, para todas as fontes de matéria orgânica verificou-se incremento na hidrólise de
FDA.
Tabela 8. Efeito da incorporação de lodo de esgoto, cama aviária, esterco suíno e torta de
mamona em substrato à base de casca de Pinus no pH do substrato.
pH Concentração
(%)
Lodo de esgoto Cama aviária Esterco suíno Torta de mamona
0 6,5 6,5 6,5 6,5
10 5,2 6,9 6,4 6,1
20 5,9 7,1 6,4 f*
30 5,0 7,1 6,5 f
*f= fitotoxicidade
Tabela 9. Efeito da incorporação de lodo de esgoto, cama aviária, esterco suíno e torta de
mamona em substrato à base de casca de Pinus na condutividade elétrica do substrato.
Condutividade elétrica (dS/m)
Concentração (%)
Lodo de esgoto Cama aviária Esterco suíno Torta de mamona
0 0,3 0,3 0,3 0,3
10 1,0 0,3 0,6 0,4
20 0,6 0,4 0,6 f*
30 1,5 0,4 0,8 f
*f= fitotoxicidade
44
Tabela 10. Efeito da incorporação de lodo de esgoto, cama aviária, esterco suíno e torta de
mamona em substrato à base de casca de Pinus na atividade microbiana avaliada pela hidrólise
do diacetato de fluoresceína (FDA).
Média do FDA (µg/g de substrato seco/minuto) Concentração
(%)
Lodo de esgoto Cama aviária Esterco suíno Torta de mamona
0 2,64 2,64 2,64 2,64
10 3,58 4,47 5,06 2,74
20 2,85 5,19 3,52 f*
30 2,39 4,89 3,14 f
*f= fitotoxicidade
O lodo de esgoto aumentou o nível de enxofre (21,9 a 209,3 mg/L),
cálcio (10,1 a 149,1 mg/L), magnésio (4,4 a 55,8 mg/L) e manganês (<0,01 a 0,3 mg/L) do
substrato. Para a cama aviária observou-se aumento significativo nas concentrações de
potássio (43,4 a 63,7 mg/L), fósforo (19,1 a 36,8 mg/L) e cálcio (12,2 a 23,9 mg/L) (Tabela
11). Apesar desses nutrientes serem os que apresentaram a maiores alterações, todos os
elementos apresentaram considerável variações com a incorporação das matérias orgânicas.
Quando testado o potencial de controle da doença pelo lodo de esgoto,
cama aviária, esterco de suíno e torta de mamona em diferentes combinações nas três
cultivares de crisântemo (Papirus White, Yellow Marino e Vera Dark), por meio da
incorporação no substrato à base de casca de Pinus, a combinação de 15% de lodo de esgoto
com 15 % de cama aviária foi a que apresentou menor AACPS, diferindo dos demais
tratamentos (Figura 4). Entretanto, a combinação de 10% de lodo de esgoto, torta de mamona
e esterco suíno apresentaram comportamento semelhante quando com 15% de lodo de esgoto
e de cama aviária. A combinação lodo de esgoto, cama aviária e torta de mamona diferiram
significativamente da testemunha em todas as variedades estudadas (Figura 4).
A atividade microbiana do substrato foi estimulada em todas as
combinações de fontes de matéria orgânica em relação à casca de Pinus (Tabela 12).
45
Tabela 11. Análise química do substrato com diferentes matérias orgânicas para o cultivo de crisântemo visando ao controle de
Fusarium.
CP (%) LE (%) ES (%) CA (%)
Nutrientes (mg/L)
0 10 20 30 10 20 30 10 20 30
N-Nitrato < 0,01 3,8 0,1 3,8 9 0,7 3,4 12,8 0,6 9,9
Fósforo 8,6 1,3 4,1 1,1 28,5 71,7 81,5 103,9 19,1 27,3
Cloreto 0,4 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,7 0,4 < 0,01 1,4 < 0,01
Enxofre 21,9 138,8 76,4 209,3 18 27 19 20,5 21,6 17,6
N- amônia 2,3 5,5 2 6,6 2,9 2,5 3 2,6 2,3 2,4
Potássio 26,1 29 31,1 32,6 26,8 46,3 28,2 55 43,4 63,7
Sódio 15,1 28,2 17 24,8 17,2 25,4 27,5 24,1 21,3 24,1
Cálcio 10,1 93 44,1 149,1 17,8 31 33,6 34,3 12,2 23
Magnésio 4,4 37,7 20,5 55,8 11,7 18,8 25,9 43 4,7 8,2
Boro 0,01 0,04 < 0,01 < 0,01 0,1 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01
Cobre < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01
Ferro 0,6 0,2 0,3 0,2 0,3 0,4 0,4 0,3 0,5 0,5
Manganês < 0,01 0,1 0,01 0,3 0,04 0,01 0,01 0,04 < 0,01 < 0,01
Zinco 0,03 0,1 0,04 0,2 0,02 0,1 0,2 0,1 0,02 0,02
LE= Lodo de esgoto, ES= esterco suíno, CA=cama aviária, TM=torta de mamona, CP=casca de Pinus ou testemunha.
.
46
Com relação à composição química dos substratos, pode-se observar
maior concentração de enxofre quando se tem lodo de esgoto na composição do substrato.
Todos os substratos apresentaram maior quantidade de nitrogênio na forma de nitrato do que
na forma amoniacal e as combinações, no geral, aumentaram os teores de potássio, cálcio,
magnésio e manganês do substrato. Além disso, seus pHs variaram de 5,9 a 6,9 (Tabela 13).
'Yellow Marino'
Substratos
t
estemunha
LCT
10%
L
ET
10%
LEC10%
ECT10%
LT
15%
LC15
%
LE15%
E
C15%
E
T15
%
CT15%
AACPS
0
10
20
30
40
50
'Vera Dark'
0
10
20
30
40
50
'Papirus White'
0
10
20
30
40
50
Figura 4. Efeito da combinação de lodo de esgoto (L), torta de mamona (T), esterco suíno (E)
e cama aviária (C) incorporadas em substrato à base de casca de Pinus no controle de
Fusarium em crisântemo avaliado por meio da área abaixo da curva do progresso da
severidade (AACPS). 10% e 15% corresponde a quantidade colocada de cada matéria orgânica
completando o restante com casca de Pinus (70%). As barras são valores médios,
acompanhadas de seu erro padrão.
47
Tabela 12. Efeito de combinações de lodo de esgoto, cama aviária, esterco suíno, torta de
mamona e casca de Pinus na atividade microbiana do substrato avaliada pela hidrólise do
diacetato de fluoresceína (FDA).
Combinações de matéria orgânica
Média do FDA (µg/g de
substrato seco)
LE (10%) + TM (10%) + CA (10%) + CP (70%) 3,63 c
LE (10%) + TM (10%) + ES (10%) + CP (70%) 4,11 c
LE (10%) + ES (10%) + CA (10%) + CP (70%) 4,96 b
TM (10%) + CA (10%) + ES (10%) + CP (70%) 5,03 b
LE (15%) + TM (15%)+ CP (70%) 4,68 b
LE (15%) + CA (15%) + CP (70%) 5,04 b
LE (15%)+ ES (15%) + CP (70%) 4,53 b
CA (15%) + ES (15%) + CP (70%) 4,96 b
TM (15%) ES (15%) + CP (70%) 6,16 a
TM (15%) + CA (15%)+ CP (70%) 6,59 a
CP (100%) 2,64 d
C.V. (%) 6,33
Médias seguidas por letras distintas diferem entre si (Scott-Knott 5%). LE= Lodo de esgoto,
EP= esterco suíno, CA=cama aviária, TM=torta de mamona, CP=casca de Pinus.
48
Tabela 13. Análise química do substrato obtidos com diferentes combinações de matérias orgânicas para o cultivo de crisântemo
visando ao controle de Fusarium.
Nutrientes (mg/L)
CP (100%)
LE + TM + CA (10%)
LE + TM + ES (10%)
LE + ES + CA (10%)
TM + CA + ES (10%)
LE + TM (15%)
LE + CA (15%)
LE + ES (15%)
CA + ES (15%)
TM + ES (15%)
TM + CA (15%)
pH 6,5
7,1
6,5 6,5 6,5 6,5 6,2 6,5 5,9 6,9 6,5
EC (dS/m) 0,3 0,4 0,4 0,5 0,6 0,6 0,4 0,5 0,8 0,7 0,5
N-Nitrato < 0,01
2,6
8 3,5 4,6 9,9 6,2 3 9,3 22,3 3,9
Fósforo 8,6
36,8
14,4 14,3 52 65,3 7,7 11 68 66,9 71,2
Cloreto 0,4
0,4
1,1 0,4 1,4 1,4 0,7 0,7 1,1 3,6 1,1
Enxofre 21,9
11,6
28,3 41,3 34,2 24,2 27,6 45,8 59,7 25,4 13,6
N- amônia 2,3
1,0
1 1,6 1,3 1,1 5,4 1,5 1 1,9 1,4
Potássio 26,1
46,3
22,4 53,6 47,8 29,7 16,4 47,8 25,3 90,3 18,3
Sódio 15,1
15,8
17,7 21,3 24,8 22 15,8 25,4 23,4 28,2 16
Cálcio 10,1
23,9
26,7 28,4 37,8 38,9 19,3 28,7 62,3 36,6 34,2
Magnésio 4,4
7,4
10 9,2 18,9 23,4 10,7 9,5 35,4 29,5 16,8
Boro 0,01
< 0,01
< 0,01 0,05 < 0,01 0,03 0,04 < 0,01 < 0,01 0,04 < 0,01
Cobre < 0,01
< 0,01
< 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,02 < 0,01 < 0,01 < 0,01
Ferro 0,6
0,5
0,3 0,3 0,4 0,2 0,5 0,4 0,4 0,3 0,3
Manganês < 0,01
< 0,01
< 0,01 0,01 0,03 0,02 0,01 0,01 0,04 0,03 0,01
Zinco 0,03
0,02
0,02 0,02 0,04 0,05 0,02 0,1 0,1 0,1 0,03
LE= Lodo de esgoto, EP= esterco suíno, CA=cama aviária, TM=torta de mamona, CP=casca de Pinus. Método de extração: 1:1,5
(Holanda). Métodos de determinação: N-(amoniacal e nitrato): destilação; K,Ca,Mg,P,S,Cu,Fe, Mn, Zn: ICP-OES; C orgânico:
Walkley-Black; Nitrogênio Total Kjeldahl.
49
4.2 – Efeito de Trichoderma asperellum o Biocontrole da Murcha de Fusarium spp.
em Crisântemo
Nenhuma das concentrações de T. asperellum controlou a murcha de
Fusarium quando incorporada no substrato à base de casca de Pinus antes do plantio do
crisântemo ’Papirus White’ e ‘Yellow Marino’. Também, a combinação da aplicação de
Trichoderma antes do plantio e durante o cultivo não teve efeito sobre o problema da doença
(Figura 5, Tabela 14).
2º experimento
Concentração deTrichoderma (g/L)
0 10 20 30 40 50 60
AACPS
0
10
20
30
1º experimento
0
10
20
30
'Papirus White'
'Yellow Marino'
Figura 5. Efeito de Trichoderma asperellum sobre a área abaixo da curva de progresso da
severidade da murcha de Fusarium em duas cultivares de crisântemo (Papirus White e Yellow
Marino) em dois experimentos. No primeiro, o antagonista foi apenas incorporado ao substrato
antes do plantio e no segundo, além da aplicação antes do plantio, foi aplicado semanalmente.
As barras são valores médios, acompanhadas de seu erro padrão.
50
Tabela 14. Efeito de Trichoderma asperellum sobre a área abaixo da curva do progresso da
severidade de Fusarium em crisântemo ‘Papirus White’ (PW) e ‘Yellow Marino’ (YM)
quando foi incorporado ao substrato à base de casca de Pinus.
1º experimento
(aplicação no substrato)
2º experimento
(aplicação no substrato + irrigação semanal)
Concentração
(g/L)
P W YM PW YM
0 31,35 ab 32,05 a 29,95 ab 28,90 ab
10 27,14 bc 31,10 ab 24,20 bc 28,60 ab
20 29,35 ab 30,50 abc 26,75 abc 28,00 ab
30 27,05 bc 28,20 abc 23,50 c 22,60 bc
40 24,45 c 24,55 abc 28,35 abc 23,64 abc
50 27,15 bc 26,35 abc 30,59 a 19,38 c
60 31,70 a 25,70 bc 29,50 ab 30,50 a
C.V.(%) 10,77 10,94 10,94 14,85
*Valores seguidos por letras distintas são significativamente diferentes entre si ao nível de 5%
de probabilidade (Tukey).
4.3 – Efeito de Produtos da Indústria Pesqueira no Controle da Murcha de
Fusarium spp. em Crisântemo
O hidrolisado de peixe não controlou a doença nas condições do
estudo e foi verificado que quanto maior a sua concentração incorporada no substrato à base
de casca de Pinus, maior foi a severidade da doença (Figura 6). A comunidade microbiana
avaliada pela hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA) foi negativamente influenciada pelo
hidrolisado de peixe (Tabela 15). A condutividade elétrica do substrato foi proporcional à
concentração de hidrolisado de peixe (Tabela 15). Por outro lado, o pH foi pouco influenciado,
variando de 6,76 a 5,82 (Tabela 15).
51
Figura 6. Efeito de hidrolisado de peixe sobre a área abaixo da curva de progresso da
severidade da murcha causada por Fusarium em duas cultivares de crisântemo (Papirus White
e Yellow Marino) em dois experimentos. No primeiro experimento o hidrolisado de peixe foi
introduzido via irrigação por inundação do substrato contido em vasos; no segundo o
hidrolisado de peixe foi incorporado com auxílio de betoneira. As barras são valores médios,
acompanhadas de seu erro padrão.
2º experimento
Concentração de hidrolisado de peixe (%)
0 10 20 30 40 50
AACPS
0
10
20
30
40
50
1º experimento
0
10
20
30
40
50
'Papirus White'
'Yellow Marino'
52
Tabela 15. Efeito da aplicação de hidrolisado de peixe no pH, condutividade elétrica e na
atividade microbiana do substrato avaliada pela hidrólise de diacetato de fluoresceína (FDA)
de substrato à base de casca de Pinus.
Concentrações de
hidrolisado de peixe
(%)
FDA (µg/g de
substrato seco)
pH Condutividade elétrica (dS/m)
0 3,37 a 6,81 a 1,25 b
10 2,60 bcd 6,76 ab 1,42 b
20 2,71 bcd 6,67 bc 1,49 b
30 2,40 d 6,64 c 1,50 b
40 2,77 bcd 6,23 d 3,31 a
50 2,63 bcd 5,82 e 4,10 a
C.V. (%) 5,69 0,53 13,39
Valores seguidos da mesma letra não diferem entre si (Tukey 5%).
A área abaixo da curva do progresso da severidade (AACPS) teve
resposta quadrática quando a casca de camarão moída incorporada ao substrato à base de casca
de Pinus, com ponto de inflexão em 2%. A doença foi efetivamente controlada quando
aplicado na concentração de 4% (v/v) (Figura 7A). Paralelamente, a casca de camarão
promoveu o desenvolvimento das plantas, avaliado por sua altura e diâmetro (Figuras 7B e C).
Entretanto, o número de ramos (Figura 7D) apresentou resposta quadrática com ponto de
inflexão em 2%. A incorporação da casca de camarão diminuiu o pH do substrato, aumentou
da condutividade elétrica e os níveis de magnésio, cálcio, sódio, cloreto, fósforo e nitrato
(Tabelas 16 e 17). Por outro lado, praticamente não interferiu na atividade microbiana (Tabela
16). A concentração de 5% de casca de camarão foi fitotóxica para as plantas, ocasionando a
morte das mesmas. A concentração de casca de camarão que controlou a murcha em
crisântemo está muito próxima à concentração que causa fitotoxicidade para a planta, que é de
4 %.
53
f=15,9971+4,4757x-1,7214x
2
R=0,9504 R
2
=0,9033
Concentração de casca de camarão (%)
0 1 2 3 4
AACPS
0
5
10
15
20
25
a
a
a
a
b
Concentração de casca de camarão (%)
0 1 2 3 4
Altura (cm)
0
4
8
12
16
20
f=12,9886+3,7829x-0,7857x
2
R=0,9389 R
2
=0,7629
b
a
a
a
a
f=29,22+1,91x-0,15x
2
R=0,9226 R
2
=0,8512
Concentração de casca de camarão (%)
0 1 2 3 4
Diâmetro (cm)
0
10
20
30
40
a
a
b
ab
ab
f=3,2286+1,3629x-0,3857x
2
R=0,9788 R
2
=0,9581
Concentração de casca de camarão (%)
0 1 2 3 4
Número de ramos
0
1
2
3
4
5
6
bc
ab
a
c
abc
Figura 7. Efeito de casca de camarão incorporada a substrato à base de casca de Pinus sobre a
área abaixo da curva de progresso da severidade da murcha causada por Fusarium em
crisântemo (A), altura (B), diâmetro (C) e número de ramos das plantas(D). As barras são
valores médios, acompanhadas de seu erro padrão. Valores seguidos por letras distintas são
significativamente diferentes entre si ao nível de 5% de probabilidade (Tukey). Na
concentração de 5% de casca de camarão ocorreu a morte das plantas.
A
B
C
D
54
Tabela 16. Efeito da incorporação de casca de camarão em substrato à base de casca de Pinus
sobre o pH, condutividade elétrica (EC) e na comunidade microbiana do substrato avaliada
pela hidrólise de diacetato de fluoresceína (FDA).
Concentração de
casca de camarão
(%)
FDA (µg/g de substrato seco) pH EC (dS/m)
0 3,40 6,1 0,5
1 3,37 5,7 1,4
2 3,40 5,6 1,3
3 3,46 5,6 1,2
4 3,40 5,5 1,1
5 2,90 6,1 1,9
Tabela 17. Análise química do substrato à base de casca de Pinus tratados com casca de
camarão para o controle da murcha causada por Fusarium em crisântemo.
Concentração de casca de camarão % (v/v) Nutrientes
(mg/L)
0% 1% 2% 3% 4% 5%
N-Nitrato 27,3 148,9 147,9 134,6 108,1 234,7
Fósforo 9,4 17,3 19,7 17,4 22,0 21,1
Cloreto < 0,01 0,4 0,7 0,4 0,4 1,8
Enxofre 29,1 40,3 30,3 30,8 24,5 25,1
N- amônia 1,6 3,8 5,6 4,9 3,5 2,4
Potássio 67,8 99,9 67,8 75,1 58,9 129,6
Sódio 25,1 43,6 47,6 33,7 33,0 48,9
Cálcio 20,0 67,2 66,0 67,8 69,7 109,0
Magnésio 12,0 53,1 50,6 45,9 43,8 67,5
Boro 0,2 0,1 0,1 0,1 0,1 0,2
Cobre 0,02 0,02 0,03 0,03 0,02 0,03
Ferro 0,1 0,1 0,1 0,1 0,05 0,1
Manganês 0,01 0,01 0,02 0,01 0,02 0,02
Zinco 0,05 0,03 0,03 0,04 0,02 0,02
Os tratamentos com quitosana geraram resultados variáveis, não
sendo possível o estabelecimento de um padrão de eficiência. (Tabela 18)
55
Tabela 18. Efeito da quitosana aplicada na parte aérea das plantas de crisântemo no controle
da murcha de Fusarium.
Concentração de
quitosana (mg/L)
Severidade
(escala de notas: 0-5)
0 2,6 a
25 1,4 ab
50 0,4 b
100 2,4 a
200 0,4 b
C.V. (%) 31,73
Para análise estatística os dados foram transformados em raiz de x+0,5. Valores seguidos da
mesma letra não diferem entre si (Tukey 5%).
4.4 – Efeito de Biofertilizante no Controle da Murcha de Fusarium spp. em
Crisântemo
A aplicação do biofertilizante ao substrato foi responsável pelo
controle da murcha de Fusarium nas duas cultivares de crisântemo e em todas as
concentrações testadas (Figura 8). Apesar de não haver diferença estatística, verificou-se que a
redução da doença foi diretamente proporcional à concentração do biofertilizante (Figura 8). O
biofertilizante reduziu a atividade microbiana do substrato no período coletado, não alterou
seu pH e aumentou a condutividade elétrica passando de 1,25 para 1,37 a 1,60 dS/m (Tabela
19).
56
Tabela 19. Efeito da aplicação de biofertilizante em substrato à base de casca de Pinus no pH,
condutividade elétrica (EC) e na atividade microbiana do substrato avaliada pela hidrólise do
diacetato de fluoresceína (FDA).
Concentração (%) FDA (µg/g de substrato seco) pH EC (dS/m)
0 3,67 a 6,81 a 1,25 c
10 2,38 d 6,87 a 1,44 abc
20 2,70 bcd 6,74 a 1,50 ab
30 2,96 ab 6,76 a 1,60 a
40 2,88 bc 6,67 a 1,39 bc
50 2,46 cd 6,89 a 1,37 bc
C.V. (%) 5,69 1,85 5,32
*Valores seguidos da mesma letra não diferem entre si (Tukey 5%).
0 10 20 30 40 50
'Papirus White'
regressão
Concentração de biofertilizante (%)
0 10 20 30 40 50
AACPS
0
5
10
15
20
25
'Papirus White'
regressão
1º experimento
f = 15,6037exp(-0,0241x)
R=0,7584 R
2
=0,5752
0
5
10
15
20
25
'Yellow Marino'
regressão
2º experimento
f = 18,3606exp(-0,9163x)
R=0,9163 R
2
=0,8397
'Yellow Marino'
regressão
1º experimento
f = 17,5915exp(-0,0311x)
R=0,911 R
2
=0,83
2º experimento
f = 18,0772exp(-0,0356x)
R=0,9512 R
2
=0,9048
a
ab
b
b
b
b
b
b
b
b
b
a
a
ab
b
b
b
b
a
b
b
b
b
b
Figura 8. Efeito de biofertilizante sobre a área abaixo da curva de progresso da severidade da
murcha causada por Fusarium nas cultivares de crisântemo Papirus White e Yellow Marino,
em dois experimentos. As barras são valores médios, acompanhadas de seu erro padrão.
Valores seguidos por letras distintas são significativamente diferentes entre si ao nível de 5%
de probabilidade (Tukey).
57
4.5 – Efeito Supressivo de Lodo de Esgoto e de Composto Comercial Lanzi
®
Incorporados ao Substrato à Base de Casca de Pinus à Murcha de Fusarium spp. do
Crisântemo
Os substratos tratados com lodo de esgoto e composto Lanzi
®
foram
supressivos a doença em todas as concentrações testadas. A área abaixo da curva do progresso
da severidade da murcha de Fusarium apresentou uma tendência de redução exponencial. O
desenvolvimento das plantas foi semelhante à testemunha até a concentração de 40% de lodo e
de composto Lanzi
®
sendo que a partir da concentração de 50% houve diminuição da altura da
planta, e peso do sistema radicular afetando o valor comercial do produto (Figura 9). A
concentração de 100% foi fitotóxica para os dois materiais, ocasionando a morte das plantas.
Quando incorporado lodo de esgoto na concentração de 40% foi verificado a menor área
abaixo da curva de progresso da severidade e a maior altura das plantas, sendo que a partir
dessa concentração ocorreu acentuada redução na altura da planta (Figuras 9A e 9B).
A aplicação do lodo de esgoto alterou o pH do substrato ocorrendo
uma acidificação crescente com o aumento da concentração de lodo de esgoto no substrato. A
incorporação do lodo de esgoto alterou também a condutividade elétrica. E a atividade
microbiana do substrato. Entretanto, não houve uma tendência de resposta (Tabela 20).
Quando aplicado o composto Lanzi
®
, houve aumento da atividade microbiana e da
condutividade elétrica do substrato proporcionais à concentração. Entretanto, o pH
permaneceu estável variando de 6,39 a 6,78 (Tabela 21).
58
Concentração de Lodo de esgoto (%)
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
AACPS
0
20
40
60
f = 42,9527exp(-0,2196x)
R=0,9194 R
2
=0,8452
a
b
b
b
b
b
b
b
b
b
f = 39,9505exp(-0,1417x)
R=0,9609 R
2
=0,9233
Concentração de composto Lanzi (%)
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
AACPS
0
10
20
30
40
50
60
a
b
bcd
bc
cde
cde de
d
d
d
Concentração de Lodo de esgoto (%)
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
Altura (cm)
0
5
10
15
20
25
30
35
f = 30,8255exp(-0,0714x)
R=0,9099 R
2
=0,8279
b
b
b
d
c
a
a
a
a
a
f=32,3096+0,0325x-0,0035x
2
R=0,8309 R
2
=0,6905
Concentração de composto Lanzi (%)
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
Altura (cm)
0
10
20
30
40
50
a
a
a
a
a
b
b
b
d
c
Concentração de Lodo de esgoto (%)
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
Peso do sistema radicular (g)
0
20
40
60
80
100
120
140
f=76,47+0,76x-0,013x
2
R=0,7789 R
2
=0,6066
b
b
ab
ab
ab
ab
ab
ab
a
a
f=83,14-0,5496x+0,0021x
2
R=0,8099 R
2
=0,6560
Concentração de composto Lanzi (%)
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
Peso do sistema radicular (g)
0
20
40
60
80
100
120
a
a
ab
ab
ab
ab
ab
ab
b
b
Figura 9. Efeito de lodo de esgoto e composto Lanzi
®
, em mistura com substrato à base de
casca de Pinus sobre a área abaixo da curva de progresso da severidade (A D) da murcha
causada por Fusarium de crisântemo, a altura (B E) e o peso do sistema radicular (C F) do
‘Papirus White’. As barras são valores médios, acompanhadas de seu erro padrão. Valores
seguidos por letras distintas são significativamente diferentes entre si ao nível de 5% de
probabilidade (Tukey).
A
B
C
D
F
E
59
Tabela 20. Efeito de lodo de esgoto no pH, na condutividade elétrica (EC) e na atividade
microbiana avaliada pela hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA) de substrato à base de
casca de Pinus.
Lodo (%) FDA (µg/g de substrato seco) pH EC (dS/m)
0 4,15 b 6,64 0,2
10 4,00 b 6,07 1,05
20 4,35 a 5,95 0,3
30 3,83 c 5,38 0,8
40 2,54 e 4,65 1,4
50 2,06 f 4,41 1,3
60 3,41 d 4,3 0,7
70 4,15 b 5,16 0,7
80 4,33 a 4,32 1,4
90 3,64 c 4,06 0,95
100 nt 6,64 0,2
C.V. (%) 3,03 - -
Médias seguidas por letras distintas diferem entre si (Scott-Knott, 5%).
Tabela 21. Efeito de composto Lanzi
®
no pH, na condutividade elétrica (EC) e na atividade
microbiana avaliada pela hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA) de substrato à base de
casca de Pinus.
Composto Lanzi
®
(%) FDA (µg/g de substrato seco) pH EC (dS/m)
0 2,33 a 6,70 0,50
10 2,12 b 6,65 0,60
20 2,77 c 6,59 0,59
30 4,07 c 6,55 0,68
40 3,16 d 6,39 0,65
50 3,56 d 6,58 0,90
60 5,68 e 6,71 0,89
70 4,11 f 6,68 1,26
80 5,09 g 6,39 1,50
90 7,89 h 6,78 1,52
100 5,11 h 6,74 1,64
C.V. (%) 4,91 - -
Médias seguidas por letras distintas diferem entre si (Scott-Knott, 5%).
No experimento realizado utilizando diferentes combinações de
composto Lanzi
®
e lodo de esgoto acrescentado a substrato à base de casca de Pinus, as
combinações de 80% de composto Lanzi
®
com 20% de lodo de esgoto; 60% de composto
Lanzi
®
com 40% de lodo de esgoto; e 100% de lodo de esgoto foram fitotóxicas, causando a
60
morte das plantas. As combinações de 30% de casca de Pinus completadas com 60%, 50%,
40% de lodo de esgoto e 10%, 20% e 30% de composto Lanzi
®
, respectivamente, controlaram
a doença, e tiveram as menores áreas abaixo da curva de progresso da severidade. Além disso,
promoveram o desenvolvimento da planta (Tabela 22). Também a mistura de 20 e 30% de
lodo de esgoto e composto Lanzi
®
acrescidos com 50% de casca de Pinus apresentou redução
na área abaixo da curva de progresso da severidade (Tabela 22) e um adequado
desenvolvimento da planta.
Tabela 22. Efeito de combinações de lodo de esgoto (LE) e composto Lanzi
®
(CL) em
substrato à base de casca de Pinus (CP) sobre a área abaixo da curva de progresso da
severidade (AACPS) da murcha causada por Fusarium, a altura e o peso do sistema radicular
de crisântemo.
CP (%) CL (%) LE (%)
AACPS Altura (cm) Peso do sistema radicular (g)
50 10 40 4,8 b 25,0 c 75,6 c
50 20 30 5,4 b 30,8 a 75,5 c
50 25 25 3,6 b 29,8 a 74,1 c
50 30 20 1,2 b 27,8 b 131,2 a
50 40 10 9,6 a 32,4 a 64,9 c
100 0 0 16,2 a 29,0 b 86,4 c
0 100 0 6,6 b 27,4 b 111,2 b
0 80 20 - - -
0 60 40 - - -
0 40 60 0,6 b 22,4 c 74,7 c
0 20 80 1,2 b 23,0 c 103,9 b
0 50 50 3,0 b 20,0 c 98,1 b
0 0 100 - - -
30 10 60 1,2 b 32,0 a 124,3 a
30 20 50 0,6 b 30,0 a 99,8 b
30 30 40 1,2 b 31,2 a 111,0 b
30 40 30 8,4 a 30,4 a 125,3 a
30 35 35 4,2 b 28,2 b 87,8 c
30 50 20 13,8 a 27,4 b 104,2 b
30 60 10 13,2 a 28,4 b 123,9 a
C.V. (%) 39,15 9,30 13,39
Valores seguidos por letras distintas são significativamente diferentes entre si ao nível de 5%
de probabilidade (Scott-Knott). Tratamentos não analisados devido a morte da planta por
fitotoxicidade.
61
4.6 – Indução de Supressividade à Murcha de Fusarium spp. pela Incorporação de
Lodo Compostado e Cama Aviária a Substrato à Base de Turfa
O lodo de esgoto compostado misturado ao substrato à base de turfa
Biogrow
®
induziu a supressividade à murcha de Fusarium em todas as concentrações testadas.
Nos tratamentos em que o composto foi misturado ao substrato não houve ocorrência de
plantas doentes (Figura 10A). A partir da concentração de 50%, houve pequena redução do
diâmetro da parte aérea, da altura e do número de ramos das plantas (Figuras 10C, B e D).
a
Concentração de composto de lodo (%)
0 10 25 50 75 100
AACPS
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
a
b b b
b
b
a
Concentração de composto de lodo (%)
0 10 25 50 75 100
Altura (cm)
0
5
10
15
20
25
a a
a a
a
a
Concentração de composto de lodo (%)
0 10 25 50 75 100
Diâmetro (cm)
0
5
10
15
20
25
30
35
a
a ab
bc c
a
Concentração de composto de lodo (%)
0 10 25 50 75 100
Número de ramos
0
1
2
3
4
5
a a a
a
a
Figura 10. Efeito de composto de lodo de esgoto sobre a área abaixo da curva de progresso da
severidade (AACPS) à murcha causada por Fusarium (A), altura (B), diâmetro (C) e número
de ramos (D) de crisântemo. As barras são valores médios, acompanhadas de seu erro padrão.
Valores seguidos por letras distintas são significativamente diferentes entre si ao nível de 5%
de probabilidade (Tukey).
A
B
C
D
62
Analisando a atividade microbiana do substrato não foi observada
diferença estatística entre os tratamentos (Tabela 23). A condutividade elétrica do substrato foi
proporcional às concentrações de composto de lodo de esgoto, mas não foi constatada
alteração no pH (Tabela 23). Os níveis de enxofre, potássio, cálcio, magnésio, nitrato, zinco,
manganês e cloreto foram diretamente proporcionais à concentração de composto de lodo de
esgoto do substrato (Tabela 24).
Tabela 23. Efeito de composto de lodo de esgoto no pH, na condutividade elétrica e na
atividade microbiana do substrato avaliada pela hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA) e
na comunidade microbiana do substrato à base de turfa.
Concentração
(%)
FDA
(µg/g se substrato seco)
Fungos
UFC (10
4
/g)
Bactérias
UFC (10
6
/g)
pH
Condutividade
elétrica (dS/m)
0 5,61 6 3,0 5,8 0,5
10 5,15 14 1,3 5,7 1,1
25 3,16 13 2,2 5,7 1,2
50 4,38 10 1,3 5,5 1,6
75 5,51 4 0,9 5,4 1,8
100 6,37 6 0,8 5,2 2,3
C.V. (%) 23,93 - -
- -
Não houve diferença estatística entre os tratamentos (Scott-Knott, 5%).
63
Tabela 24. Análise química do substrato à base de turfa tratados com composto de lodo de
esgoto.
Concentração de composto de lodo % (v/v) Nutrientes
(mg/L)
0 10 25 50 75 100
N-Nitrato 50,9 51,3 60,0 26,2 13,6 4,9
Fósforo 0,3 0,3 0,4 0,3 0,3 0,3
Cloreto < 0,01 0,4 0,4 1,1 1,8 6,4
Enxofre 15,8 113,9 117,9 235,2 277,0 372,7
N- amônia 1,3 3,5 10,8 5,9 5,2 4,9
Potássio 33,9 53,0 54,5 89,9 116,1 159,3
Sódio 7,7 13,0 13,4 24,4 29,1 44,9
Cálcio 43,9 99,2 106,9 147,7 157,7 190,5
Magnésio 9,5 23,6 24,0 36,0 42,4 56,0
Boro < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,01 0,1 0,2
Cobre 0,02 0,03 0,03 0,03 0,03 0,05
Ferro 0,1 0,1 0,1 0,1 0,1 0,2
Manganês 0,03 0,1 0,1 0,2 0,3 0,7
Zinco 0,1 0,2 0,3 1,0 2,3 4,9
A área abaixo da curva do progresso da severidade (AACPS) foi
inversamente proporcional à concentração da cama aviária no substrato a base de turfa
Biogrow
®
(Figura 11A). O desenvolvimento das plantas também foi alterado pela cama
aviária, ocorrendo fitotoxicidade na concentração de 50%, mas estimulando algumas
características até 25% (Figuras 11B, C e D). A atividade microbiana avaliada pela hidrólise
do diacetato de fluoresceína, foi estimulada com o acréscimo da concentração de cama aviária
(Tabela 25). A comunidade de fungos e bactérias do substrato aumentaram com a aplicação de
cama aviária, com exceção as concentrações de 25% e 50% que reduziram a comunidade de
bactérias do substrato estudado (Tabela 25). A aplicação da cama aviária foi responsável pelo
aumento do pH e da condutividade elétrica do substrato (Tabela 25). Os teores de enxofre,
64
potássio, amônia sódio, cloreto e fósforo foram proporcionais à concentração de cama aviária
(Tabela 26).
Concentração de cama aviária (%)
0 10 15 25
AACPS
0
5
10
15
20
f = 8,9143exp(-0,1161x)
R=0,9632 R
2
=0,9277
a
b
b
b
Concentração de cama aviária (%)
0 10 15 25
Altura (cm)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
f=13,12+0,34x-0,027x
2
R=0,99 R
2
=0,99
a
a
a
b
Concentração de cama aviária (%)
0 10 15 25
Diâmetro (cm)
0
5
10
15
20
25
30
f=21,8058+0,7232x-0,0517x
2
R=1 R
2
=1
b
a
a
a
Concentração de cama aviária (%)
0 10 15 25
Número de ramos
0
2
4
6
8
f=5,1115+0,3131x-0,018x
2
R=0,9767 R
2
=0,9539
b
a
a
a
Figura 11. Efeito das concentrações de cama aviária sobre a área abaixo da curva de
progresso da severidade da murcha de Fusarium (AACPS) (A), a altura (B), o diâmetro (C) e
o número de ramos das plantas de crisântemo (D). As barras são valores médios,
acompanhadas de seu erro padrão. Valores seguidos por letras distintas são significativamente
diferentes entre si ao nível de 5% de probabilidade (Tukey).
B
C
D
A
65
Tabela 25. Efeito da aplicação de cama aviária no pH, na condutividade elétrica (EC) e na
atividade microbiana do substrato à base de turfa avaliada pela hidrólise do diacetato de
fluoresceína (FDA) e pela comunidade microbiana.
Concentração de
cama aviária
(%)
FDA
(µg/g de substrato seco)
Fungos
UFC (10
4
/g )
Bactérias
UFC (10
6
/g )
pH
EC
(dS/m)
0 7,76 e 2,0 1,2 6,2 0,5
10 17,29 d 5,5 3,1 7,1 1,0
15 21,41 c 5,0 3,0 7,4 1,8
25 26,09 b 4,0 0,2 7,5 2,4
50 29,53 a 4,0 0,0 8,8 4,9
C.V. (%) 4,64 - - - -
Valores seguidos da mesma letra não diferem entre si (Scott-Knott 5%).
Tabela 26. Análise química do substrato à base de turfa Biogrow
®
tratado com cama aviária.
Concentração de cama aviária % (v/v)
Nutriente (mg/L)
0 10 15 25 50
N-Nitrato 46,6 31,4 6,9 2,4 < 0,01
Fósforo 0,4 13,8 27,9 30,3 33,8
Cloreto 0,4 60,7 101,2 172,5 334,4
Enxofre 26,3 41,8 59,2 79,0 114,0
N- amônia 2,1 69,4 103,6 153,5 249,0
Potássio 32,9 117,4 185,9 288,7 699,0
Sódio 7,1 29,4 40,3 57,4 137,9
Cálcio 56,4 12,5 12,2 14,0 24,9
Magnésio 8,0 2,1 2,0 2,5 4,8
Boro 0,05 < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,03
Cobre 0,02 0,2 0,1 0,1 0,2
Ferro 0,1 0,7 0,5 0,3 0,6
Manganês 0,02 0,04 0,1 0,1 0,2
Zinco 0,04 0,2 0,2 0,2 0,5
66
4.7 – Potencial de Lodo de Esgoto, Biofertilizante, Hidrolisado de Peixe,
Quitosana e Trichoderma asperellum no Controle da Murcha de Fusarium spp. em
Crisântemo
A murcha de Fusarium foi suprimida no substrato não desinfestado e
tratado com lodo de esgoto (Figuras 12B e 15B, Tabelas 27 e 30). Por outro lado, o efeito do
lodo não foi tão evidente quando o substrato foi desinfestado (Figuras 12A e 14A).
Biofertilizante, quitosana, hidrolisado de peixe e Trichoderma não tiveram efeito sobre a
severidade da murcha de Fusarium. Não foi possível determinar um comportamento padrão
quando aplicados sozinhos ou em mistura ao substrato à base de casca de Pinus desinfestado
ou não (Figuras 13, 14, 16 e 17). A área abaixo da curva de progresso da severidade da doença
seguiu uma resposta quadrática com pontos de inflexão entre 10% a 20% na maioria dos
tratamentos (Figuras 13, 14, 16 e 17). Em relação à AACPS pode-se afirmar que o lodo de
esgoto foi o produto que proporcionou o efeito principal na sua redução.
Houve maior atividade microbiana medida pela hidrólise de FDA,
sem a desinfestação, variando no primeiro experimento de 5,44 a 7,73 para não desinfestado e
de 3,16 a 6,52 para o desinfestado (Tabela 28). E, no segundo experimento de 2,84 a 3,59 para
o substrato não desinfestado e de 1,31 a 2,44 para o desinfestado (Tabela 31). Também,
observou-se maior comunidade de fungos e bactérias no substrato não desinfestado (Tabelas
28 e 31).
No geral, a condutividade elétrica e o pH não se alteraram quando foi
acrescentado lodo de esgoto, biofertilizante e hidrolisado de peixe (Tabelas 28 e 31).
A aplicação do lodo de esgoto foi responsável pelo aumento do
nitrato, enxofre, potássio e cálcio presentes no substrato (Tabelas 29 e 32), sendo que não
foram observados efeitos do biofertilizante e do hidrolisado de peixe sobre os atributos
químicos dos substratos.
67
Sem desinfestação
Concentração de Lodo de esgoto (%)
0 10 20 30
AACPS
0
10
20
30
40
50
Com desinfestação
0
10
20
30
40
50
BTQ
BT
BQ
B
TQ
T
Q
CP
Figura 12. Efeito de lodo de esgoto combinação com biofertilizante (B), Trichoderma (T) e
quitosana (Q) sobre a área abaixo da curva de progresso da severidade à murcha de Fusarium
em crisântemo (AACPS) em substrato à base de casca de Pinus (CP) naturalmente infestado
com Fusarium, com (A) e sem (B) desinfestação.
A
B
68
Tabela 27. Efeito de lodo de esgoto em combinação com biofertilizante (B), Trichoderma (T) e quitosana (Q) sobre a área abaixo
da curva de progresso da severidade da murcha de Fusarium em crisântemo (AACPS) em substrato à base de casca de Pinus
naturalmente infestado com Fusarium com (CD) e sem (SD) desinfestação.
0 % LE 10 % LE 20 % LE 30 % LE
Tratamentos
CD SD CD SD CD SD CD SD
BTQ 30,6 d A 26,4 abc A 12,0 de A 0,0 a B 29,4 a A 0,0 c B 35,4 a A 9,0 a B
BT 32,4 cd A 35,4 ab A 4,8 e A 7,2 a A 6,6 bc A 1,2 bc A 3,6 bc B 10,2 a A
BQ 35,4 bcd A 21,0 c B 28,2 ab A 1,8 a B 20,4 ab A 9,0 ab B 19,2 ab A 9,0 a A
B 38,4 abc A 25,2 bc B 13,8 cde A 4,8 a A 1,8 c B 10,8 a A 1,2 c B 9,0 a A
TQ 36,6 bcd A 29,4 abc A 39,0 a A 0,0 a B 5,4 c A 9,0 ab A 16,2 bc A 9,0 a A
T 42,0 ab A 39,0 a B 17,4 bcd A 1,2 a B 11,4 bc A 9,0 ab A 4,8 bc A 9,0 a A
Q 42,6 ab A 30,0 abc B 22,8 bcd A 1,8 a B 12,0 bc A 15,0 a A 8,4 bc A 9,0 a A
Casca de
Pinus
45,0 a A 37,8 ab B 24,6 bcd A 0,6 a B 8,4 bc A 9,0 ab A 0,6 c B 9,0 a A
Valores seguidos da mesma letra não diferem entre si (Tukey 5%). Letras minúsculas comparadas na vertical, referente aos
tratamentos dentro de cada concentração de lodo de esgoto e maiúsculas na horizontal, referente à comparação da esterilização do
substrato dentro do fator concentração.
69
Tabela 28. Efeito de lodo de esgoto e biofertilizante no pH, na condutividade elétrica (EC) e na atividade microbiana do substrato
avaliada pela hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA) e pela comunidade microbiana de fungos e bactérias do substrato à base
de casca de Pinus.
Tratamentos FDA (µg/g de substrato seco) Fungos UFC (10
4
/g ) Bactérias UFC (10
4
/g ) pH EC dS/m)
Com desinfestação
Biofertilizante 6,52 a 1,0 32,0 6,2 0,3
Casca de Pinus 3,16 c 0,2 6,9 5,9 0,3
Lodo 10% +Biofertilizante 5,98 a 1,2 14,0 6,0 0,4
Lodo 10% 4,47 b 1,2 5,2 5,4 0,6
Lodo 20% +Biofertilizante 4,98 b 1,3 8,0 5,3 0,6
Lodo 20% 4,61 b 1,2 6,2 5,2 0,9
Lodo 30% +Biofertilizante 6,34 a 2,1 12,0 5,0 0,8
Lodo 30% 4,89 b 1,8 5,2 6,2 0,3
Sem desinfestação
Biofertilizante 7,37 a 6,2 15,6 6,4 0,3
Casca de Pinus 7,73 a 5,9 7,0 5,8 0,3
Lodo 10% +Biofertilizante 6,74 b 6,0 21,0 5,9 0,4
Lodo 10% 6,33 c 5,9 23,7 5,0 0,8
Lodo 20% +Biofertilizante 5,87 c 6,0 25,1 5,3 0,6
Lodo 20% 6,78 b 6,7 25,5 4,6 1,8
Lodo 30% +Biofertilizante 5,60 c 6,7 24,9 4,6 1,1
Lodo 30% 5,44 c 6,6 24,2 6,2 0,3
Valores seguidos da mesma letra não diferem entre si (Scott-Knott 5%). Não foi realizada análise dos substratos tratados com
Trichoderma.
70
0 10 20 30
Concentração de lodo de esgoto (%)
0 10 20 30
AACPS
0
10
20
30
40
50
0
10
20
30
40
50
0
10
20
30
40
50
BTQ
f=47,3400+0,084x-0,054x
2
R=0,9827
R
2
=0,9656
0
10
20
30
40
50
Dados originais
Regressão
95% Confidence Band
BT
f=41,19-1,161x+0,0345x
2
R=0,3140 R
2
=0,0986
BQ
f=32,49-2,211x+0,0435x
2
R=0,811 R
2
=0,6578
B
f=32,55 -2,325x+0,0405x
2
R=0,9205 R
2
=0,8473
TQ
f=23,4 -2,61x+0,063x
2
R=0,9641 R
2
=0,9295
T
f=42,75 -4,635x+0,1095x
2
R=0,9645 R
2
=0,9303
Q
f=37,05 -4,095x+0,0975x
2
R=0,9661 R
2
=0,9333
Casca de Pinus
f=47,73 -2,607x+0,0315x
2
R=0,9498 R
2
=0,8906
Figura 13. Efeito de lodo de esgoto em combinação com biofertilizante (B), Trichoderma (T)
e quitosana (Q) na área abaixo da curva de progresso da severidade da murcha de Fusarium
em crisântemo ‘Papirus white’ (AACPS) em substrato à base de casca de Pinus naturalmente
infestado com Fusarium.
71
0 10 20 30
Concentração de lodo de esgoto (%)
0 10 20 30
AACPS
0
10
20
30
40
50
0
10
20
30
40
50
0
10
20
30
40
50
BTQ
f=41,34+0,26x-0,054x
2
R=0,9834 R
2
=0,9670
0
10
20
30
40
50
Dados originais
Regressão
95% Confidence Band
BT
f=37,92+1,212x-0,054x
2
R=0,9214 R^2=0,8489
BQ
f=44,07-0,3030x-0,0165x
2
R=0,9570 R
2
=0,8489
B
f=49,8 -2,37x+0,021x
2
R=0,9631 R
2
=0,9276
TQ
f=42,72-0,798x-0,009x
2
R=0,9664 R
2
=0,9339
T
f=44,13-1,767x+0,0255x
2
R=0,9420 R
2
=0,8874
Q
f=33,12-1,908x+0,054x
2
R=0,429 R
2
=0,1841
Casca de Pinus
f=43,8-6,15x+0,207x
2
R=0,9944 R
2
=0,9888
Figura 14. Efeito de lodo de esgoto em combinação com biofertilizante (B), Trichoderma (T)
e quitosana (Q) na área abaixo da curva de progresso da severidade da murcha de Fusarium
em crisântemo ‘Papirus white’ (AACPS) em substrato à base de casca de Pinus previamente
desinfestado a vapor e posteriormente infestado naturalmente com Fusarium via irrigação.
72
Tabela 29. Análise química do substrato à base de casca de Pinus (CP), naturalmente infestada com Fusarium, com e sem
desinfestação tratado com lodo de esgoto (LE) e biofertilizante (B).
Nutrientes
(mg/L)
B CP 10% LE + B 10%LE 20% LE + B 20%LE 30% LE + B 30%LE
Com desinfestação
N-Nitrato 0,8 0,3 4,9 1 7,5 2,8 4,5 9,5
Fósforo 8,4 5,6 7,3 3,2 5,6 1,2 3,9 0,8
Cloreto 1,1 2,1 3,6 1,1 3,6 1,4 2,8 1,4
Enxofre 16,2 29,3 26,2 40 73,9 76,2 116,7 101,5
N- amônia 1,5 0,8 0,6 0,6 1 0,5 1 0,7
Potássio 12,8 12,3 12,3 12,3 19,3 8,9 19,3 17,6
Sódio 15,1 18,3 17,2 17,4 15,6 17,7 17,7 16,7
Cálcio 7,9 15,3 20 23,8 52,9 53 87,9 83,8
Magnésio 3,4 8,3 7,8 11 22,8 18,2 30,8 21,6
Boro < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,02 < 0,01
Cobre < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01
Ferro 0,3 0,4 0,3 0,2 0,3 0,1 0,1 0,3
Manganês 0,01 0,02 0,1 0,1 0,4 0,3 1,4 0,7
Zinco 0,03 0,02 0,02 0,04 0,2 0,3 0,6 0,8
73
Nutrientes
(mg/L)
B CP 10% LE + B 10%LE 20% LE + B 20%LE 30% LE + B 30%LE
Sem desinfestação
N-Nitrato 1,8 1,2 6,5 4,7 14,6 6,9 13,1 10,4
Fósforo 13,4 3,8 6,5 2,5 4 1 1,9 0,6
Cloreto 4,6 3,2 2,1 5,7 9,2 1,4 2,1 3,2
Enxofre 18,9 21,8 18,8 44 85,7 71,1 244 143,3
N- amônia 0,7 0,5 0,2 0,9 0,5 0,6 2,1 2,8
Potássio 17,4 7,2 15,9 19,3 19,3 8 16,2 16,2
Sódio 16,3 17,9 11 21,3 14,9 17,2 27,5 20,6
Cálcio 14 12,1 17,8 28,3 76,9 55,9 232 134,6
Magnésio 5,9 5,4 5,8 12,2 23,1 20 50,7 25,8
Boro < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,01 < 0,01
Cobre < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01
Ferro 0,3 0,5 0,2 0,4 0,1 0,1 0,2 0,1
Manganês < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,01 0,3 0,1 2 0,8
Zinco 0,04 0,02 0,05 0,04 0,4 0,2 2,3 2
* LE=lodo de esgoto, B= biofertilizante. Não foi avaliado substratos com Trichoderma.
74
Sem desinfestação
Concentração de Lodo de esgoto (%)
0 10 20 30
AACPS
0
10
20
30
40
50
Com desinfestação
0
10
20
30
40
50
FTQ
FT
FQ
F
TQ
T
Q
CP
Figura 15. Efeito de lodo de esgoto em combinação com hidrolisado de peixe (H),
Trichoderma (T) e quitosana (Q) na área abaixo da curva de progresso da severidade da
murcha de Fusarium em crisântemo ‘Papirus white’ (AACPS) em substrato à base de casca de
Pinus (CP) naturalmente infestado com Fusarium com (A) e sem (B) desinfestação.
A
B
75
Tabela 30. Análise estatística do efeito de lodo de esgoto em combinação com hidrolisado de peixe (H), Trichoderma (T) e
quitosana (Q) na área abaixo da curva de progresso da severidade da murcha de Fusarium em crisântemo (AACPS) em substrato à
base de casca de Pinus naturalmente infestado com Fusarium com (CD) e sem (SD) desinfestação.
0 % LE 10 % LE 20 % LE 30 % LE
Tratamentos
CD SD CD SD CD SD CD SD
BTQ 40,2 cd B 46,2 a A 42,0 a B 46,2 a A 21,6 c A 24,0 b A 1,8 e A 2,4 b A
BT 39,0 d B 45,6 a A 41,4 a A 19,8 c B 43,8 a A 45,0 a A 24,6 b B 33,0 a A
BQ 43,8 abc A 36,0 cB 40,2 a A 4,2 de B 30,6 b A 16,2 c B 20,4 bc A 1,8 b B
B 47,4 a A 31,8 d B 35,4 b A 15,6 cd B 3,6 d A 0,0 d B 0,0 e A 0,0 b A
TQ 42,6 bcd A 24,6 e B 34,2 b A 0,0 eB 22,8 c A 0,0 d B 10,8 d A 0,6 b B
T 45,6 ab A 45,0 a A 24,6 c A 0,6 e B 23,4 c A 0,6 d B 12,6 d A 0,0 b B
Q 39,0 d A 39,0 b A 1,8 d A 0,0 e A 34,2 b A 0,0 d B 18,6 c A 0,0 b B
Casca de
Pinus
43,8 abc A 45,0 a A 3,0 d B 33,0 b A 3,6 d A 0,0 d B 45,0 a A 0,6 b B
Valores seguidos da mesma letra não diferem entre si (Tukey 5%). Letras minúsculas comparadas na vertical, referente aos
tratamentos dentro de cada concentração de lodo de esgoto e maiúsculas na horizontal, referente à comparação da desinfestação do
substrato dentro do fator concentração.
76
Tabela 31. Efeito do lodo de esgoto (LE) e hidrolisado de peixe (HP) no pH, na condutividade
elétrica (EC) e na atividade microbiana do substrato avaliada pela hidrólise do diacetato de
fluoresceína (FDA) e pela comunidade microbiana de fungos e bactérias em substrato à base
de casca de Pinus, com e sem desinfestação.
Tratamentos
FDA (µg/g de substrato
seco)
Fungos
UFC (10
4
/g)
Bactérias
UFC (10
6
/g)
pH EC (dS/m)
Com desinfestação
HP 1,31 a 1,2 3,2 6,4 0,2
Casca de Pinus
1,57 a 1,5 2,7 6,2 0,2
LE 10% + HP 2,25 a 3,1 1,8 6,2 0,2
LE 10% 1,77 a 1,9 0,6 5,9 0,5
LE 20% +HP 1,93 a 0,1 2,7 5,7 0,4
LE 20% 1,97 a 1,9 1,6 5,7 0,4
LE 30% +HP 2,06 a 2,2 2,3 5,0 1,0
LE 30% 2,44 a 1,9 1,2 5,2 0,7
Sem desinfestação
HP 3,51 a 5,92 6,1 6,6 0,2
Casca de Pinus
3,27 a 5,36 3,9 6,4 0,3
LE 10% + HP 2,84 b 3,1 6,2 5,9 0,5
LE 10% 3,59 a 2,8 3,8 6,2 0,3
LE 20% +HP 3,18 a 7,1 3,5 5,4 0,6
LE 20% 2,95 b 6,10 2,9 5,8 0,7
LE 30% +HP 3,38 a 13,2 5,1 5,0 0,8
LE 30% 2,84 b 12,0 5,3 5,1 1,0
Valores seguidos da mesma letra não diferem entre si (Scott-Knott 5%). Não foi realizada
análise dos substratos tratados com Trichoderma.
77
0 10 20 30
Concentração de lodo de esgoto (%)
0 10 20 30
AACPS
0
10
20
30
40
50
0
10
20
30
40
50
0
10
20
30
40
50
HTQ
f=25,53-3,18x+0,089*x
2
R=0,93 R
2
=0,87
0
10
20
30
40
50
HT
f=35,04-3,6x+0,09x
2
R=0,93 R
2
=0,87
HQ
f=19,32-1,73x+0,05x
2
R=0,73 R
2
=54
H
f=23,49-1,82x0,05x
2
R=0,67 R
2
=0,45
TQ
f=27,03-2,73x+0,07x
2
R=0,78 R
2
=0,60
T
f=36,33-3,66x+0,10x
2
R=0,89 R
2
=0,79
Q
f=26,97-2,16x+0,06*x
2
R=0,69 R
2
=0,47
Casca de Pinus
f=35,10-3,57x+0,09x
2
R=0,88 R
2
=0,78
Dados originais
Regressão
95% Confidence Band
Figura 16. Efeito de lodo de esgoto em combinação com hidrolisado de peixe (H),
Trichoderma (T) e quitosana (Q) na área abaixo da curva de progresso da severidade da
murcha de Fusarium em crisântemo ‘Papirus white’ (AACPS) em substrato à base de casca de
Pinus naturalmente infestado com Fusarium.
78
0 10 20 30
Concentração de lodo de esgoto (%)
0 10 20 30
AACPS
0
10
20
30
40
50
0
10
20
30
40
50
0
10
20
30
40
50
HTQ
f=28,23-1,53x+0,06x
2
R=0,74 R
2
=0,55
0
10
20
30
40
50
Dados originais
Regressão
95% Confidence Band
HT
f=30,69-2,69x+0,06x
2
R=0,83 R2=0,69
HQ
f=35,76-1,01x+0,02x
2
R=0,72 R
2
=0,52
H
f=38,34-3,04x+0,06x
2
R=0,97 R
2
=0,94
TQ
f=40,62-1,58x+0,02x
2
R=0,72 R
2
=0,51
T
f=41,04-2,53x+0,05x
2
R=0,91 R
2
=0,82
Q
f=42,51-2,35x+0,04x
2
R=0,90 R
2
=0,82
Casca de Pinus
f=45,21-2,44x+0,03x
2
R=0,94 R
2
=0,88
Figura 17. Regressão referente ao efeito de lodo de esgoto em combinação com hidrolisado
de peixe (H), Trichoderma (T) e quitosana (Q) na área abaixo da curva de progresso da
severidade da murcha de Fusarium em crisântemo ‘Papirus white’ (AACPS) em substrato à
base de casca de Pinus previamente desinfestado a vapor e posteriormente infestado
naturalmente com Fusarium via irrigação.
79
Tabela 32. Análise química do substrato à base de casca de Pinus (CP), naturalmente
infestada com Fusarium, com e sem desinfestação tratado com lodo de esgoto (LE) e
hidrolisado de peixe (H).
Nutrientes
(mg/L)
H
CP
10%
LE + H
10%
LE
20%
LE + H
20%
LE
30%
LE + H
30%
LE
Sem desinfestação
N-Nitrato 0,3 0,6 0,1 9,2 2,6 1,7 1,8 11,3
Fósforo 4,6 5,9 2,6 2,5 1,7 1,5 0,7 1,2
Cloreto 0,7 2,1 2,5 1,1 0,7 < 0,01 < 0,01 2,1
Enxofre 18,2 16,7 19,7 52,8 41,9 45,6 141,2 82,6
N- amônia 0,9 1 0,6 0,3 0,9 0,1 0,1 0,6
Potássio 12,1 13 10,1 19,1 13,5 14,7 18,8 17,9
Sódio 14,7 13,1 13,8 23,4 14 14,9 17,9 18,3
Cálcio 9,2 9,3 10,3 36,6 28,1 30,3 116,2 61,9
Magnésio 3,9 4,4 3,9 16,1 10,4 11,1 31,9 20,3
Boro < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01
Cobre < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,05 < 0,01 < 0,01 < 0,01
Ferro 0,4 0,5 0,5 0,2 0,2 0,2 0,1 0,2
Manganês < 0,01 0,02 < 0,01 0,1 0,04 0,05 0,7 0,5
Zinco 0,01 0,02 0,02 0,05 0,05 0,03 0,4 0,3
Com desinfestação
N-Nitrato 1,5 0,7 2,2 3,9 3,7 9 14 8,6
Fósforo 5,1 4,8 2 2 1,3 2,1 0,9 1
Cloreto 2,8 1,8 0,4 2,5 3,6 1,4 1,1 1,4
Enxofre 16,7 22 57,6 22,4 77,6 74,9 95,8 125,7
N- amônia 0,8 0,8 0,7 0,5 1,3 1,1 1 4,8
Potássio 15,7 11,1 12,5 12,3 26,8 21 18,6 19,3
Sódio 14,4 15,6 18,1 12,1 15,4 22,7 14,9 21,3
Cálcio 9,7 13,2 36 16,5 53,2 56,3 81,2 102,5
Magnésio 3,8 5,4 17,1 5,8 19,3 21,7 25,7 31,5
Boro < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,01 0,02
Cobre < 0,01 < 0,01 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01
Ferro 0,4 0,4 0,2 0,1 0,2 0,2 0,1 0,1
Manganês < 0,01 < 0,01 < 0,01 < 0,01 0,1 0,01 0,2 0,2
Zinco 0,03 0,02 0,03 0,03 0,1 0,1 0,3 0,4
* LE=lodo de esgoto, H= hidrolisado de peixe. Não foi realizada análise dos substratos
tratados com Trichoderma.
80
4.8 – Potencial da Combinação de Cama Aviária, Esterco Suíno, Composto
Lanzi
®
, Biofertilizante, Hidrolisado de Peixe e Quitosana no Controle da Murcha de
Fusarium spp. em Crisântemo
Dentre as fontes de matéria orgânica, a cama aviária e o composto
Lanzi
®
, independentemente da desinfestação do substrato, promoveram a redução da expressa
pela área abaixo da curva do progresso da severidade (AACPS) (Figura 18 e Tabela 33). A
adição de biofertilizante, hidrolisado de peixe e quitosana não proporcionaram redução da
severidade. O esterco suíno não reduziu significativamente a área abaixo da curva do
progresso da severidade (AACPS) nos substratos com e sem desinfestação (Figura 18 e Tabela
33).
Tabela 33. Efeito do esterco suíno, cama aviária e composto Lanzi
®
em combinação com
hidrolisado de peixe (H), biofertilizante (B) e quitosana (Q) sobre a área abaixo da curva de
progresso da severidade da murcha de Fusarium em crisântemo (AACPS) em substrato à base
de casca de Pinus naturalmente infestado com Fusarium com (CD)e sem (SD) desinfestação.
Esterco suíno Cama aviária Lanzi
®
Casca de Pinus
Tratamentos*
CD SD CD SD CD SD CD SD
B 31,8 a 42,0 a 0,0 a 4,8 a 2,4 a 6,0 a 36,0 a 28,8 a
B+Q 25,8 b 45,6 a 10,8 a 2,4 b 0,6 a 1,2 a 17,4 a 15,6 a
- 25,8 b 42,0 a 0,0 a 4,2 a 10,8 a 8,4 a 36,6 a 9,6 a
Q 35,4 b 39,0 a 1,8 a 3,6 a 12,0 a 9,6 a 43,8 a 21,0 b
H 25,2 b 37,2 a 1,2 a 4,8 a 14,4 a 20,0 a 46,8 a 41,4 b
H+Q 32,4 b 39,6 a 1,8 a 6,0 a 21,6 a 18,0 a 47,4 a 43,2 b
B+H+Q 31,2 b 45,0 a 2,4 a 1,2 a 0,0 b 1,8 a 45,6 a 37,8 b
B+H 34,8 b 47,4 a 3,0 a 0,0 a 18,0 b 32,4 a 43,2 a 39,6 a
*B = corresponde à aplicação de biofertilizante, Q= quitosana, H=hidrolisado de peixe e
TEST= testemunha, CD=substrato com desinfestação e SD=substrato sem desinfestação.
Valores seguidos pela mesma letra não diferem entre si na vertical dentro de cada fonte de
matéria orgânica (Tukey, P=0.05).
81
Sem desinfestação
Fonte de matéria orgânica (%)
Esterco suíno Cama aviária Lanzi Casca pinus
AACPS
0
10
20
30
40
50
Com desinfestação
0
10
20
30
40
50
B
BQ
-
Q
H
HQ
BHQ
BH
Figura 18. Efeito de esterco suíno, cama aviária e composto Lanzi
®
em combinação com
hidrolisado de peixe (H), biofertilizante (B) e quitosana (Q) sobre a área abaixo da curva de
progresso da severidade da murcha de Fusarium em crisântemo ‘Papirus white’ (AACPS) em
substrato à base de casca de Pinus (CP) naturalmente infestado com Fusarium, com e sem
desinfestação.
82
Quando analisado a condutividade elétrica verificou-se que o valor
encontrado para esterco suíno foi de 0,8-1,0 dS/m, cama aviária de 0,4- 0,6 dS/m, composto
Lanzi
®
de 0,7-0,8 dS/m e casca de Pinus de 0,4 dS/m (Tabela 34). A cama aviária
proporcionou o maior pH entre os substratos testados, variando de 7,20 a 7,67 (Tabela 34). No
esterco suíno, composto Lanzi
®
e casca de Pinus, os pH foram de 6,60-6,73, 6,75-6,01, 6,30-
6,40, respectivamente (Tabela 34). De modo geral, não foram observados efeitos significativos
na microbiota presente nos substratos, tanto em relação à atividade quanto comunidade
microbiana (Tabela 35).
Tabela 34. Efeito de esterco suíno, cama aviária e composto Lanzi
®
misturados em substrato à
base de casca de Pinus no pH e na condutividade elétrica (EC).
Fonte de matéria orgânica pH EC (dS/m)
Sem desinfestação
Esterco suíno 6,73 1,0
Cama aviária 7,67 0,6
Composto Lanzi
®
6,75 0,7
Casca de Pinus 6,30 0,4
Com desinfestação
Esterco suíno 6,60 0,8
Cama aviária 7,20 0,4
Composto Lanzi
®
6,01 0,8
Casca de Pinus 6,40 0,4
83
Tabela 35. Efeito na atividade microbiana do substrato avaliado pela hidrólise do diacetato de fluoresceína (FDA) e pela
comunidade microbiana de fungos e bactérias do esterco suíno, cama aviária e composto Lanzi
®
em substrato à base de casca de
Pinus tratados com biofertilizante (B) e hidrolisado de peixe (HP).
Avaliação microbiana
Matéria
orgânica*
Com desinfestação Sem desinfestação
Tratamentos
FDA
(µg/g de substrato
seco)
Fungos
UFC (10
3
/g)
Bactérias
UFC (10
5
/g)
FDA
(µg/g de substrato seco)
Fungos
UFC (10
3
/g)
Bactérias
UFC (10
5
/g)
Esterco suíno
- 4,52 b* 2,0 10,0 2,38 f 2,5 0,6
B 2,51 f 1,8 4,9 2,23 g 0,8 10,0
HP 4,85 b 3,0 0,1 2,43 f 2,0 16,7
B + HP 3,48 c 1,9 1,9 1,85 h 1,9 11,7
Cama aviária - 2,33 f 2,2 5,3 3,06 e 4,2 4,5
B 2,02 g 1,4 11,7 2,94 e 5,1 5,3
HP 3,60 c 2,1 5,7 4,14 b 4,9 5,0
B + HP 2,74 e 1,5 1,7 2,96 e 4,3 3,4
Lanzi
®
- 3,86 c 2,3 1,6 3,85 c 3,8 11,00
B 2,39 f 1,3 7,8 1,33 j 4,5 39,7
HP 3,16 d 2,0 1,1 2,78 e 3,8 7,60
B + HP 2,19 g 2,1 2,5 1,67 i 3,9 19,2
Casca de
Pinus
- 2,56 f 1,9 0,8 3,76 c 3,4 15,25
B 2,06 g 1,6 3,8 5,28 a 1,6 6,25
HP 2,42 f 2,2 1,5 3,55 d 5,1 9,75
B + HP 5,59 a 1,8 4,8 3,12 e 2,3 20,00
C.V. (%) 7,10 - - 5,00 - -
Médias seguidas por letras distintas diferem entre si (Scott-Knott, 5%).
84
4.9 – Teste de Patogenicidade
Todos os isolados de Fusarium obtidos de plantas de crisântemo
sintomática foram patogênicos ao crisântemo quando inoculados na mesma cultivar em estufa
(Tabela 36).
Tabela 36. Patogenicidade de isolados de Fusarium originários de crisântemo.
Isolados de Fusarium spp.
Total de plantas inoculadas/total de plantas infectadas (%)
GE 240 5/5 (100%)
GE 243 5/5 (100%)
GE 244 5/5 (100%)
GE 250 5/3 (60%)
GE 251 5/4 (80%)
GE 252 5/5 (100%)
GE 258 5/3 (60%)
GE 259 5/5 (100%)
GE 260 5/5 (100%)
GE 265 5/4 (80%)
GE 288 5/4 (80%)
GE 289 5/2(40%)
GE 290 5/3 (60%)
GE 294 5/5 (100%)
CV 143 5/2 (40%)
85
5 – DISCUSSÃO
A incorporação de lodo de esgoto, composto Lanzi
®
, cama aviária e
lodo de esgoto compostado de um modo geral, induziu a supressividade dos substratos à base
de casca de Pinus e turfa contra a murcha de Fusarium em crisântemo, em todas as cultivares
testadas (Figuras 3, 4, 9, 10, 11, 12, 15 e 18). Esses resultados estão de acordo com a
literatura, na qual há vários relatos de matérias orgânicas controlando doenças em plantas em
diferentes patossistemas por meio de solo/substrato supressivo (ABASSI et al., 2004; BOEHM
& HOITINK, 2002; CHEF et al., 1983; CONN et al., 2002; FENILLE & SOUZA, 1999;
GHINI et al., 2007; LAZAROVITS et al, 2005; TERMORSHVIZEN et al., 2006; UREBA et
al., 2005). No patossistema Fusarium-crisântemo há relato da indução de supressividade por
composto de casca de madeira (CHEF et al., 1983). A incorporação de lodo de esgoto, cama
aviária e casca de camarão permitiu aumento da atividade microbiana, conseqüentemente
redução na relação C/N, demonstrando que o substrato à base de casca de Pinus,
principalmente, manteve uma maior atividade microbiana e com isso reduziu a severidade da
murcha de Fusarium em crisântemo. Hoitink e Fahy (1986); Chen e Hoitink (1988) e Hoitink
e Boehm (1999) discutem a necessidade de incorporar matéria orgânica que estimulem a
manutenção da atividade microbiana para obter um substrato supressivo a patógenos
habitantes do solo. Efeito supressivo semelhante ao obtido no presente trabalho para lodo de
86
esgoto compostado (Figura 10) também foi observado por Chen e Hoitink (1988) e
Dissanayake e Hoy (1999), quando verificaram que a incorporação do composto de lodo de
esgoto reduziu a severidade de Pythium ultimum e P. aphanidermathum em pepino e cana-de-
açúcar, respectivamente. Kuter et al. (1988) verificaram em plantas ornamentais que a
supressão das doenças causadas por Pythium e Rhizoctonia ocorre apenas quando o lodo de
esgoto está bem compostado. Entretanto, no Brasil ainda são poucas as Estações de
Tratamento de Esgoto (ETE) que fazem a compostagem de lodo de esgoto. Mas esse
panorama deve ser alterado, pois a resolução na 375/2006 do CONAMA limita a quantidade
de helmintos no lodo, devido aos problemas de saúde pública (SOCCOL & PAULINOS,
2000). Assim, a compostagem surge como a alternativa mais viável biológica e economica.
Dessa forma, no Estado de São Paulo duas ETE já estão compostando o lodo de esgoto.
O efeito da incorporação de cama aviária em substratos à base de
casca de Pinus e turfa na indução da supressividade à murcha de Fusarium em crisântemo é
evidenciado nas Figuras 1, 11 e 18. O efeito da cama aviária controlando o Fusarium em cravo
foi verificado por UREBA et al. (2005), os quais associaram essa fonte de matéria orgânica à
solarização do solo. A cama aviária também teve efeito, segundo Ghini et al. (2006) no
controle de Pythium em crisântemo cultivado em solos naturalmente infestado com o
patógeno. A cama aviária em todos os experimentos promoveu o aumento do pH do substrato
(Tabelas 8 e 34), sendo reconhecido o efeito desse atributo na redução da severidade de
doenças causadas por Fusarium (BETTIOL, 2003; FORTES, 2004; HOPER &
ALABOUVETE, 1996). Por ser rica em nitrogênio (N), a cama aviária deve ter estimulado a
continuidade do processo de degradação da casca de Pinus do substrato sustentando maior
atividade microbiana que é um dos componentes da supressividade (HOITINK & FAHY,
1986; AMIR & ALABOUVETTE, 1993; BETTIOL & GHINI, 2005).
O esterco suíno não reduziu significativamente a doença expressa pela
área abaixo da curva do progresso da severidade (AACPS) da murcha de Fusarium em
crisântemo (Figuras 3, 4 e 18; Tabelas 5, 7 e 33). Esse resultado difere dos obtidos por
Assmann et al. (2006) e Morales et al. (2007) que verificaram efeito de chorume suíno no
controle de antracnose da soja e podridão do colo e tombamento causado por S. rolfsii em
feijoeiro, respectivamente. Também Conn et al. (2005) e Tenuta et al. (2002) verificaram que
o chorume suíno controlou V. dahiae em batata e berinjela. Possivelmente, as diferenças de
87
resposta estão no fato de que no presente trabalho foi utilizado o esterco suíno em estado
maduro, diminuindo as atividades microbianas do substrato.
A torta de mamona não reduziu a murcha de Fusarium em crisântemo
e causou intensa fitotoxicidade (Figura 3, Tabela 5). A fitotoxicidade da torta de mamona pode
estar relacionada aos seus componentes. Assim, Fenille e Souza (1999), quando utilizaram a
torta de mamona para o controle de Rhizoctonia solani, verificaram apenas o favorecimento do
desenvolvimento do patógeno. Além disso, neste estudo todas as concentrações de torta de
mamona nos substratos atraíram uma grande quantidade de moscas, tornando inadequado o
seu uso em estufas (dados não apresentados).
Estudos com hidrolisado de peixe, um fertilizante orgânico obtido da
fermentação de peixe, demonstraram o seu potencial em controlar Cylindrocladium
(VISCONTI, 2008) e Fusarium oxysporum f. sp. lyopersici (MATTOS, 2006), quando
incorporado ao substrato. Porém no presente trabalho o hidrolisado de peixe não reduziu a
doença expressa pela área abaixo da curva do progresso da severidade da murcha de Fusarium
(Figuras 6 e 15). Inclusive, observou-se que o produto aumentou a murcha de Fusarium
proporcionalmente ao aumento da sua concentração (Figura 6).
Quando testada a casca de camarão verificou-se o controle da doença
e a promoção do crescimento do crisântemo na concentração de 4% (Figura 7). Benchimol et
al. (2006) e Benchimol e Sutton (2002) controlaram a murcha causada por Fusarium solani f.
sp piperis, verificando ainda aumento da massa seca da pimenteira-do-reino. Porém, a
concentração de casca de camarão que controlou a murcha em crisântemo está muito próxima
à concentração que causa fitotoxicidade para a planta sendo que o seu uso deve ser realizado
com muita atenção pelo agricultor. A fitotoxicidade da casca de camarão pode estar
relacionada ao aumento da condutividade elétrica do substrato (Tabela 16) ou à quantidade de
N-nitrato no substrato que foi diretamente proporcional a sua concentração no substrato
(Tabela 17).
A quitosana reduziu a severidade da murcha de Fusarium, não sendo
indicado o seu uso pelo agricultor (Tabela 18). Esse resultado contraria os dados da literatura
que apontam que esse produto induz a resistência da planta ao patógeno. Outra forma de
atuação da quitosana é seu efeito fungistático, o qual é influenciado pela sua massa molecular
que depende da temperatura atingida durante o tratamento térmico deste produto (FRANCO &
88
OLIVEIRA JUNIOR., 2008). Cabe lembrar que o seu efeito direto no patógeno não foi testado
neste trabalho.
Lazarovits et al. (2005/2006) discutem amplamente o papel da amônia
no controle de patógenos habitantes do solo com a introdução da emulsão de peixe e esterco
suíno. Possivelmente, esse efeito seja um dos responsáveis pela indução de supressividade nos
substratos do presente estudo, pois a incorporação de lodo de esgoto (Tabela 11), casca de
camarão (Tabela 17), composto de lodo de esgoto (Tabela 24), cama aviária (Tabela 26)
aumentaram significamente o nitrogênio no substrato. Inclusive as concentrações de N-nitrato
e N-amônia verificado em alguns substratos podem ser as responsáveis pela fitotoxicidade.
Além disso, precisa ser considerada a presença dos ácidos graxos voláteis, tanto presentes nas
matérias orgânicas quanto liberadas durante a sua decomposição como responsáveis pela
indução da supressividade à murcha de Fusarium (LAZAROVITS et al., 2005/2006;
TENUTA et al., 2002).
Conforme discutido por Engelhard (1990); Bettiol e Ghini (2005);
Hornby (1983); Hoper e Alabouvette (1996) e Zambolim et al. (2005) os aspectos
relacionados a nutrição são de extrema importância para a ocorrência e severidade de doenças
em plantas. Nos substratos, tanto à base de casca de Pinus, quanto de turfa, onde foram
incorporados o lodo de esgoto, composto de lodo de esgoto e cama aviária (Tabelas 11, 13, 24,
26, 29 e 32) de modo geral, ocorreu aumento nas concentrações do fósforo (P), potássio (K),
cálcio (Ca), magnésio (Mg), sódio (Na) e manganês (Mn); nutrientes que estão relacionados
com a ocorrência de Fusarium em solos (HUBER, 1994). Além da maior concentração, é
importante a forma com que esses nutrientes estão disponíveis. Entretanto, esse tipo de análise
não foi realizada no presente estudo. Aliado a redução da severidade da doença, esses
nutrientes são indispensáveis ao desenvolvimento das plantas, sendo que também, foi
verificado no presente trabalho seu efeito, conforme apresentado nas Figuras 7, 9, 10 e 11.
A quantidade e forma dos nutrientes presentes no substrato podem
interferir no seu efeito supressor. Os nutrientes podem auxiliar na redução da doença pela
influência na resistência e tolerância do hospedeiro, na sobrevivência e no desenvolvimento do
patógeno e no ambiente pela forma que se apresenta, a disponibilidade e a reação do solo entre
outras (ZAMBOLIM et al., 2005). Geralmente, as doenças causadas por Fusarium são
reduzidas quando o nitrogênio (N) que prevalece no solo está na forma de nitrato e eleva
89
quando esta na forma amoniacal. A forma de N esta relacionada ao pH, ou seja, a doença é
mais severa quando o pH é acido e há presença de amônia (HUBER, 1994). No presente
trabalho todas as fontes de matéria orgânica aumentaram o teor de nitrato no substrato. Porém,
este fator não contribuiu para o controle da doença no esterco suíno e na torta de mamona. Na
literatura, também é relatado que enxofre (S), potássio (K), cálcio (Ca), magnésio (Mg), boro
(B) e manganês (Mn) diminuem o ataque de Fusarium em diferentes culturas. No entanto, é
impossível generalizar, pois existem diversos fatores envolvidos no patossistema
(ZAMBOLIM et al., 2005; HUBER, 1994). Dissanayake e Hoy (1999) conseguiram a
supressão de Pythium em cana de açúcar pelo aumento do nível de nitrogênio, fósforo,
potássio, cálcio e manganês.
No presente estudo, verificou-se que o enxofre é encontrado no lodo
de esgoto, sendo um dos fatores responsáveis pela supressão da doença, pois pode ter reduzido
o pH do substrato a níveis inadequados para o patógeno (AMIR & ALABOUVETTE, 1993).
O que fica evidente nos tratamentos com lodo de esgoto em que o patógeno foi controlado, o
pH foi reduzido e que o teor de enxofre foi maior. Entretanto, esse aspecto precisa ser
observado cuidadosamente devido à disponibilidade de micronutrientes. O cálcio, em alguns
tratamentos também teve sua concentração elevada. O cálcio, presente no substrato e utilizado
pela planta, está relacionado à integridade da parede e da membrana celular, as quais são
barreiras físicas que o Fusarium tem que enfrentar para poder penetrar e se estabelecer na
planta. Na literatura, há relato do controle de Fusarium oxysporum f. sp. crysanthemi pela
aplicação de cálcio na forma de hidróxido de cálcio (ZAMBOLIM et al., 2005). O magnésio
está associado ao cálcio na neutralização do pH, além de ser um dos constituintes da clorofila
e juntamente com o manganês é responsável pelo metabolismo de compostos fenólicos e
biossíntese de lignina. Ou seja, fatores responsáveis pela indução de resistência da planta ao
patógeno. O potássio tem efeito na resistência da planta contra patógenos apenas na faixa de
deficiência do elemento, por promover a redução na síntese de compostos que funciona como
barreira a planta, entre as quais proteínas e celuloses.
O pH ideal para o crescimento do Fusarium está na faixa de 5,5 a 6,5
(NELSON, 1983). Provavelmente, um dos fatores responsáveis pelo controle do patógeno
quando incorporado matéria orgânica no substrato foi à alteração do pH fora da faixa
favorável para o seu crescimento, associada ao aumento da microbiota do solo, estimada pela
90
hidrólise de FDA. De um modo geral, a incorporação do lodo de esgoto reduziu o pH para fora
da faixa ideal para o desenvolvimento do patógeno (Tabela 8). A cama aviária (Tabela 25) e o
composto Lanzi
®
(Tabela 21) elevaram o pH a valores fora dos adequados para o patógeno,
podendo ser o responsável pela supressividade. Um dos possíveis fatores responsáveis pelos
substratos preparados com esterco suíno e torta de mamona não controlarem o patógeno é por
apresentarem, no geral, o pH dentro da faixa ideal para desenvolvimento do Fusarium spp
(Tabela 8). Além disso, a torta de mamona não estimulou a atividade microbiana no solo.
O T. asperellum quando aplicado no substrato à base de casca de
Pinus não controlou a murcha de Fusarium do crisântemo (Figuras 12 e 14). Também
trabalhando com a fusariose do crisântemo, Menezes (2003) verificou que Trichoderma não
controlou a doença. Entretanto, quando o antagonista foi aplicado preventivamente à
incidência da doença foi reduzida; esse resultado contraria as obtidas no presente estudo, pois
o Trichoderma foi incorporado ao substrato tanto antes, como antes e após a infestação com
Fusarium. Diversos fatores podem estar relacionado com esses resultados, como por exemplo
os atributos do substratos como pH e condutividade elétrica, fatores ambientais como a
temperatura. Outro aspecto importante é a possível não sobrevivência do antagonista no
substrato à base de casca de Pinus que é rico em compostos fenólicos.
Quando realizada a mistura de matérias orgânicas para obtenção de
substrato supressivo, apenas as combinações com presença de lodo de esgoto, cama aviária e
composto Lanzi
®
, ou seja, as que isoladamente reduziram a área abaixo da curva de progresso
da severidade da murcha de Fusarium foram efetivas no seu controle em crisântemo (Figura 4
e Tabela 22). Termorshuizen et al. (2006), estudando a supressividade de 18 compostos a 7
patossistemas fizeram uma predição de que o melhor controle das doenças em substrato ocorre
quando da utilização de mistura de compostos ao invés de um composto apenas. O
biofertilizante, quando testado isoladamente, controlou a doença, porém quando incorporado
ao substrato à base de casca de Pinus conjuntamente com hidrolisado de peixe, Trichoderma,
lodo de egoto, esterco suíno, cama aviária e composto Lanzi
®
, não foi o responsável pela
diminuição da severidade da murcha de Fusarium.
Nos estudos em substratos naturalmente infestado com Fusarium, em
que os mesmos foram desinfestados ou não termicamente, e tratados com lodo de esgoto em
combinação com biofertilizante/hidrolisado de peixe, Trichoderma e quitosana (Figuras 12 e
91
15), foi verificado que a desinfestação do substrato reduziu o efeito da incorporação do lodo
de esgoto em todas as concentrações estudadas em relação ao não desinfestado. Esse fato
indica que a atividade microbiana dos substratos foi importante na indução da supressividade à
murcha de Fusarium em crisântemo. Portanto, o componente biológico discutido amplamente
por Chen e Hoitink (1999); Bettiol e Ghini (2005) e Santos e Bettiol (2003), entre outras, pode
estar relacionado à supressividade verificada. Assim, pode-se também afirmar que o vácuo
biológico originado pela desinfestação não foi totalmente ocupado pelos microrganismos
introduzidos com o lodo de esgoto.
O aspecto biológico da supressividade também pode ser observado
pelo aumento da atividade microbiana nos substratos enriquecidos pelos materiais orgânicos
(Tabela 10, 12, 15, 25 e 28) por meio da hidrólise de diacetato de fluoresceína, discutida por
Chen e Hoitink (1998); Ghini et al. (2007) e Bettiol e Santos (2008). Os resultados estão de
acordo com a literatura que relata o aumento da atividade proporcionada pela aplicação de
resíduos ricos em matéria orgânica (BOEHM & HOITINK, 1992). Contudo este aumento
pode ser provocado por grupos específicos de microrganismos, ocasionando aumento da
biomassa microbiana e redução da diversidade dentro da comunidade do substrato
(BANERJEE et al.; 1997).
A condutividade elétrica ideal do substrato para o desenvolvimento do
crisântemo é em torno de 0,8 (dados do produtor). Os substratos formados com as diferentes
concentrações de matérias orgânicas estão dentro do limite aceitável pela planta. No geral, a
condutividade elétrica aumentou apenas nos tratamentos com lodo de esgoto e esterco suíno.
No presente trabalho, a condutividade elétrica não explicou a indução de supressividade pelo
lodo de esgoto e cama aviária. Entretanto, diversos autores verificaram correlação entre a
condutividade elétrica do solo com a supressividade a doenças (BETTIOL, 2003; SANTOS &
BETTIOL, 2003; FORTES, 2004; AMIR & ALABOUVRTTE, 1993).
A indução da supressividade observada nos substratos à base de casca
de Pinus e turfa pela introdução de lodo de esgoto, composto de lodo de esgoto, cama aviária e
casca de camarão não deve estar relacionada apenas a uma característica alterada no substrato.
Esse aspecto fica evidente quando se observa que esses materiais alteram a atividade
microbiana, a concentração de nutrientes, o pH e a condutividade elétrica dos substratos.
Assim, estabelecer qual foi a principal alteração não é possível com as informações obtidas no
92
trabalho. A única certeza é a forte evidência dos fatores estudados na indução da
supressividade.
Finalmente, deve se considerar que os trabalhos desenvolvidos
apresentaram sucesso na obtenção de um substrato supressivo a murcha de Fusarium, pois
permitiu ao agricultor retornar à produção normal da cultura.
93
6 – CONCLUSÕES
1. Substrato à base de casca de Pinus e turfa, inicialmente
conducentes à murcha de Fusarium, tornam-se supressivos à doença pela introdução de lodo
de esgoto, cama aviária, composto de lodo de esgoto e casca de camarão.
2. Esterco suíno e torta de mamona não induzem supressividade de
substrato à base de casca de Pinus à murcha de Fusarium em crisântemo.
3. Trichoderma, quitosana e hidrolisado de peixe não induzem a
supressividade de substrato à base de casca de Pinus à murcha de Fusarium do crisântemo.
4. A desinfestação de substrato reduz a indução de supressividade de
substrato à base de casca de Pinus pelo lodo de esgoto e cama aviária.
5. Não foi uma característica isolada a responsável pela indução da
supressividade, mas sim o efeito conjunto das alterações.
94
7 – REFERÊNCIA BIBLIOGRAFICA
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110
8 – APÊNDICE
Figura 19. Escala de nota utilizada para avaliar a severidade da murcha de Fusarium em
crisântemo pela sintomatologia no sistema vascular (Pinto & Bettiol, 2006). (0 = planta
sadia, 1 = planta com os vasos da haste central levemente escurecido, 2 = planta com os
vasos da haste central totalmente escurecido, 3 = planta com os vasos da haste central
totalmente escurecido e pelo menos uma das hastes secundárias com vasos escurecidos, 4 =
planta com sintoma de murcha e com todos os vasos escurecidos e 5 = planta morta).
Figura 20. Sintomas de Fusarium oxysporum em crisântemo tipo Bola-Belga. (A)
planta com floração desuniforme, (B) Esquerda: haste infectada e direita: haste sadia,
(C) planta morta.
Nota 0 Nota 1 Nota 2
Nota 3
Nota 4
Nota 5
A
B
C
111
Figura 21. Efeito de concentrações de cama aviária em substrato à base de turfa após 8
semanas do plantio das mudas de crisântemo.
Figura 22. Efeito de concentrações de lodo de esgoto (A) e composto Lanzi
®
(B) em
substrato à base de casca de Pinus após 8 semanas do plantio das mudas de crisântemo.
Figura 23: Efeito das concentrações de casca de camarão incorporada ao substrato à
base de casca de Pinus no controle da murcha de Fusarium spp. em crisântemo após 8
semanas do plantio das mudas.
A
B
0% 10% 15% 25% 50%
0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100%
0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100%
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