( PDF ) Desenvolvimento, otimização e validação de metodologias analíticas (HS-GC-FID, HS-GC-MS e HS-SPME-GC-MS) para determinação de BTEX em matrizes aquosas ambientais

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Universidade Federal de Ouro Preto

Programa de Pós-Graduação Engenharia Ambiental

Mestrado em Engenharia Ambiental

Fernanda Fernandes Heleno

“DESENVOLVIMENTO, OTIMIZAÇÃO E VALIDAÇÃO DE METODOLOGIAS

ANALÍTICAS (HS-GC-FID, HS-GC-MS E HS-SPME-GC-MS) PARA

DETERMINAÇÃO DE BTEX EM MATRIZES AQUOSAS AMBIENTAIS”

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação

em Engenharia Ambiental, Universidade Federal de Ouro

Preto, como parte dos requisitos necessários para a

obtenção do título: “Mestre em Engenharia Ambiental –

Área de Concentração: Saneamento Ambiental”

Orientador: Prof. Dr. Maurício Xavier Coutrim

Ouro Preto, MG

2009

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Catalogação:

[email protected]

H366d Heleno, Fernanda Fernandes.

Desenvolvimento, otimização e validação de metodologias analíticas

(HS-GC-FID, HS-GC-MS e HS-SPME-GC-MS) para determinação de BTEX

em matrizes aquosas ambientais [manuscrito] / Fernanda Fernandes Heleno. -

2009.

xiv, 94f. : il., color; tabs.

Orientador: Prof. Dr. Maurício Xavier Coutrim.

Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal de Ouro Preto.

Instituto de Ciências Exatas e Biológicas. Mestrado em Engenharia

Ambiental.

Área de concentração: Saneamento Ambiental.

1. Água - Análise -Teses. 2. Hidrodestilação e microextração em fase sólida

(SPME) - Teses. 3. Compostos orgânicos voláteis (BTEX) - Teses. 4. Análise

de headspace - Teses. I. Universidade Federal de Ouro Preto. II. Título.

CDU: 628.16

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iii

Dedico este trabalho a

minha mãe, “Ireny”.

Que saudade...

AGRADECIMENTOS

Agradeço a Deus por sempre estar comigo em todos os momentos. Sem Ele não seria

possível completar esta importante etapa na vida.

Ao meu pai José Moreira Heleno e meus irmãos Dedeu, Ninha e Naldo pelo amor,

compreensão e força.

Ao Rodrigo, pelo apoio, paciência e pelo amor que tem me dedicado.

Ao professor Maurício por sua orientação essencial para o desenvolvimento desta

dissertação e pela oportunidade que me deu para que eu pudesse realizar este mestrado.

Ao professor Robson por estar sempre disposto a contribuir com sua experiência e por

ter ajudado enormemente em momentos difíceis do trabalho.

A todos os professores que transmitiram seus conhecimentos e que foram fundamentais

à minha formação.

À Eneida, Fernanda, Renata e ao Bruno pelo auxílio na conclusão dos experimentos e

pela amizade.

Aos meus amigos da pós-graduação, em especial: Aniel, Carlúcio, Júlio, Claudia, Davi,

Gustavo, Sueli, Patrícia, Flaviane e Miriany.

Aos membros da banca examinadora, pelo enriquecimento e pela avaliação na

dissertação.

Muito obrigada!

SUMÁRIO

Página

Lista de Figuras ............................................................................................................... vii

Lista de Tabelas ................................................................................................................ ix

Lista de Notações .............................................................................................................. xi

Resumo ...........................................................................................................................xiii

Abstract .......................................................................................................................... xiv

1. Introdução .................................................................................................................. 1

2. Revisão Bibliográfica ................................................................................................. 3

2.1. Considerações Gerais ......................................................................................... 3

2.2. BTEX ................................................................................................................. 5

2.2.1. Características dos BTEX ........................................................................... 6

2.2.2. Efeitos Tóxicos dos BTEX .......................................................................... 8

2.3. Técnicas de Extração .......................................................................................... 9

2.3.1. Headspace (HS) ........................................................................................ 10

2.3.2. Microextração em Fase Sólida (SPME) ..................................................... 17

2.4. Cromatografia Gasosa (GC).............................................................................. 21

2.4.1. Cromatografia Gasosa com Detecção por Ionização em Chama ................ 22

2.4.2. Cromatografia Gasosa com Detecção por Espectrometria de Massas ......... 23

2.5. Otimização dos Parâmetros Experimentais ....................................................... 24

2.6. Validação de Métodos Analíticos ..................................................................... 25

2.6.1. Seletividade .............................................................................................. 27

2.6.2. Linearidade ............................................................................................... 27

2.6.3. Detectabilidade ......................................................................................... 27

2.6.4. Precisão .................................................................................................... 28

2.6.5. Exatidão.................................................................................................... 28

2.6.6. Robustez ................................................................................................... 28

3. Materiais e Métodos ................................................................................................. 30

3.1. Materiais e Equipamentos ................................................................................. 30

3.2. Reagentes ......................................................................................................... 31

3.3. Limpeza dos Materiais ...................................................................................... 31

3.4. Purificação do Benzeno .................................................................................... 32

3.5. Padrões e Soluções ........................................................................................... 32

3.6. Amostragem e Pontos de Coleta ....................................................................... 32

3.7. Descarte dos Resíduos ...................................................................................... 34

3.8. Condições Cromatográficas .............................................................................. 34

3.9. Extração ........................................................................................................... 35

3.9.1. Metodologia HS-GC-FID .......................................................................... 36

3.9.2. Metodologia HS-GC-MS ........................................................................... 36

3.9.3. Metodologia HS-SPME-GC-MS ................................................................ 36

4. Resultados e Discussão ............................................................................................ 38

4.1. Determinação das Condições Cromatográficas ................................................. 38

4.2. Seleção dos Parâmetros para Desenvolvimento dos Métodos ............................ 40

4.2.1. Modo de Extração ..................................................................................... 40

4.2.2. Recobrimento das Fibras ........................................................................... 41

4.2.3. Agitação ................................................................................................... 42

4.2.4. Tempo ...................................................................................................... 42

4.2.5. Temperatura.............................................................................................. 42

4.2.6. Salinidade ................................................................................................. 43

4.2.7. Fração de Fase .......................................................................................... 43

4.3. Otimização Multivariada das Metodologias ...................................................... 43

4.3.1. Planejamento Fatorial para as Metodologias HS-GC-FID e HS-GC-MS .... 44

4.3.2. Planejamento Fatorial para a Metodologia HS-SPME-GC-MS ................... 51

4.4. Validação das Metodologias ............................................................................. 62

4.4.1. Seletividade .............................................................................................. 62

4.4.2. Linearidade ............................................................................................... 63

4.4.3. Detectabilidade ......................................................................................... 69

4.4.4. Precisão .................................................................................................... 71

4.4.5. Exatidão.................................................................................................... 72

4.4.6. Robustez ................................................................................................... 74

4.5. Quantificação de BTEX em amostras de águas dos poços de abastecimento e

reservatórios da UFOP e do Ribeirão Tripuí. ................................................................ 83

5. Conclusões ............................................................................................................... 85

6. Referencias Bibliográficas ........................................................................................ 86

vii

LISTA DE FIGURAS

Página

Figura 2.1 - Distribuição da água no planeta ..........................................................................3

Figura 2.2 - Estrutura dos compostos BTEX .........................................................................6

Figura 2.3 - Fases do frasco de headspace ........................................................................ 10

Figura 2.4 - Dispositivo de SPME .................................................................................... 17

Figura 2.5 - Principais modos de extração em SPME: (a) extração direta e (b) extração via

headspace ............................................................................................................... .........19

Figura 3.1 - Imagem de satélite do campus da UFOP e parte da cidade de Ouro Preto, com

os pontos de coleta georeferenciados, gerada pelo programa Google Earth

......................33

Figura 4.1 - Cromatograma padrão GC-FID para uma solução com concentração em

BTEX de 100µg/L ........................................................................................................... 38

Figura 4.2 - Cromatograma padrão GC-MS para uma solução com concentração em BTEX

de 50µg/L ........................................................................................................................ 39

Figura 4.3 - Comparação da eficiência de extração dos compostos BTEX de duas amostras

fortificadas analisadas nas mesmas condições cromatográficas, utilizando duas diferentes

fibras de SPME ................................................................................................................ 41

Figura 4.4 - Diagrama de pareto para benzeno (HS) ......................................................... 48

Figura 4.5 - Diagrama de pareto para tolueno (HS) ........................................................... 48

Figura 4.6 - Diagrama de pareto para etilbenzeno (HS) .................................................... 48

Figura 4.7 - Diagrama de pareto para m,p-xilenos (HS) .................................................... 49

Figura 4.8 - Diagrama de pareto para o-xileno (HS) ......................................................... 49

Figura 4.9 - Superfície de resposta para o benzeno (HS) ................................................... 49

Figura 4.10 - Superfície de resposta para o tolueno (HS) .................................................. 50

Figura 4.11 - Superfície de resposta para o etilbenzeno (HS) ............................................ 50

Figura 4.12 - Superfície de resposta para o m,p-xilenos (HS) ........................................... 50

Figura 4.13 - Superfície de resposta para o o-xileno (HS) ................................................. 51

Figura 4.14 - Diagrama de pareto para benzeno (SPME) .................................................. 58

Figura 4.15 - Diagrama de pareto para tolueno (SPME).................................................... 58

Figura 4.16 - Diagrama de pareto para etilbenzeno (SPME) ............................................. 58

Figura 4.17 - Diagrama de pareto para m,p-xilenos (SPME) ............................................. 59

Figura 4.18 - Diagrama de pareto para o-xileno (SPME) .................................................. 59

viii

Figura 4.19 - Superfície de resposta para o benzeno (SPME) ............................................ 59

Figura 4.20 - Superfície de resposta para o tolueno (SPME) ............................................. 60

Figura 4.21 - Superfície de resposta para o etilbenzeno (SPME) ....................................... 60

Figura 4.22 - Superfície de resposta para o m,p-xilenos (SPME) ...................................... 60

Figura 4.23 - Superfície de resposta para o o-xileno (SPME) ............................................ 61

Figura 4.24 - Cromatograma GC-FID para a matriz isenta de BTEX ................................ 63

Figura 4.25 - Cromatograma GC-FID para a matriz fortificada em 100µg/L de BTEX ..... 63

Figura 4.26 - Curvas analíticas dos BTEX para a metodologia HS-GC-FID ..................... 65

Figura 4.27 - Curvas analíticas dos BTEX para a metodologia HS-GC-MS ...................... 66

Figura 4.28 - Curvas analíticas dos BTEX para a metodologia HS-SPME-GC-MS ........... 68

Figura 4.29 - Diagrama de pareto para o benzeno (HS-GC-FID) ...................................... 78

Figura 4.30 - Diagrama de pareto para o tolueno (HS-GC-FID) ....................................... 78

Figura 4.31 - Diagrama de pareto para o etilbenzeno (HS-GC-FID) ................................. 79

Figura 4.32 - Diagrama de pareto para o m,p-xileno (HS-GC-FID) .................................. 79

Figura 4.33 - Diagrama de pareto para o o-xileno (HS-GC-FID) ...................................... 79

Figura 4.34 - Diagrama de pareto para o benzeno (HS-GC-MS) ....................................... 80

Figura 4.35 - Diagrama de pareto para o tolueno (HS-GC-MS) ......................................... 80

Figura 4.36 - Diagrama de pareto para o etilbenzeno (HS-GC-MS) ................................... 80

Figura 4.37 - Diagrama de pareto para o m,p-xileno (HS-GC-MS).................................... 81

Figura 4.38 - Diagrama de pareto para o o-xileno (HS-GC-MS) ....................................... 81

Figura 4.39 - Diagrama de pareto para o benzeno (HS-SPME-GC-MS) ............................ 81

Figura 4.40 - Diagrama de pareto para o tolueno (HS-SPME-GC-MS) .............................. 82

Figura 4.41 - Diagrama de pareto para o etilbenzeno (HS-SPME-GC-MS) ....................... 82

Figura 4.42 - Diagrama de pareto para o m,p-xileno (HS-SPME-GC-MS) ........................ 82

Figura 4.43 - Diagrama de pareto para o o-xileno (HS-SPME-GC-MS) ............................ 83

LISTA DE TABELAS

Página

Tabela 2.1 - Níveis de máximo de concentrações de BTEX em água .................................. 5

Tabela 2.2 - Compilação de pesquisas relacionadas com o monitoramento de BTEX em

água ................................................................................................................................ 11

Tabela 2.3 - Seleção do modo de extração em SPME ....................................................... 20

Tabela 2.4 - Fibras disponíveis comercialmente para SPME ............................................. 21

Tabela 2.5 - Parâmetros de validação do INMETRO e ANVISA ...................................... 26

Tabela 3.1 - Identificação dos pontos amostrais................................................................ 34

Tabela 3.2 - Íons característicos dos BTEX ...................................................................... 36

Tabela 4.1 - Tempos de retenção médios para os compostos BTEX no GC-FID ............... 39

Tabela 4.2 - Tempos de retenção médios para os compostos BTEX no GC-MS ................ 40

Tabela 4.3 - Matriz para o planejamento fatorial com cinco fatores e dois níveis (2

4-0

) ..... 45

Tabela 4.4 - Estimativa dos efeitos e nível de significância para os valores estudados ...... 47

Tabela 4.5 - Matriz para o planejamento fatorial fracionário com cinco fatores em dois

níveis (2

6-1

) ...................................................................................................................... 52

Tabela 4.6 - Estimativa dos efeitos e nível de significância para os valores estudados ...... 56

Tabela 4.7 - Parâmetros das equações de regressão linear das curvas analíticas dos BTEX

(y = ax + b) para a metodologia HS-GC-FID .................................................................... 65

Tabela 4.8 - Parâmetros das equações de regressão linear das curvas analíticas dos

BTEX (y = ax + b) para a metodologia HS-GC-MS .......................................................... 67

Tabela 4.9 - Parâmetros das equações de regressão linear das curvas analíticas dos BTEX

(y = ax + b) para a metodologia HS-SPME-GC-MS .......................................................... 68

Tabela 4.10 - Limites de detecção (LOD) e quantificação (LOQ) dos BTEX para a

metodologia HS-GC-FID ................................................................................................. 69

Tabela 4.11 - Limites de detecção (LOD) e quantificação (LOQ) dos BTEX para a

metodologia HS-GC-MS .................................................................................................. 70

Tabela 4.12 - Limites de detecção (LOD) e quantificação (LOQ) dos BTEX para a

metodologia HS-SPME-GC-MS ....................................................................................... 70

Tabela 4.13 - Valores de precisão obtidos para os BTEX para a metodologia HS-GC-FID71

Tabela 4.14 - Valores de precisão obtidos para os BTEX para a metodologia

HS-GC-MS....................................................................................................................... 72

Tabela 4.15 - Valores de precisão obtidos para os BTEX para a metodologia

HS-SPME-GC-MS ........................................................................................................... 72

Tabela 4.16 - Valores de exatidão obtidos para os BTEX para a metodologia

HS-GC-FID ..................................................................................................................... 73

Tabela 4.17 - Valores de exatidão obtidos para os BTEX para a metodologia

HS-GC-MS....................................................................................................................... 73

Tabela 4.18 - Valores de exatidão obtidos para os BTEX para a metodologia

HS-SPME-GC-MS ........................................................................................................... 73

Tabela 4.19 - Matriz para o teste de robustez (HS-GC-FID) ............................................. 75

Tabela 4.20 - Matriz para o teste de robustez (HS-GC-MS) .............................................. 76

Tabela 4.21 - Matriz para o teste de robustez (HS-SPME-GC-MS) ................................... 77

Tabela 4.22 - Concentração de BTEX nas amostras de águas coletadas nos poços de

abastecimento e reservatórios da UFOP e na superfície do Ribeirão Tripuí ...................... 84

LISTA DE NOTAÇÕES

ANVISA Agência Nacional de Vigilância Sanitária

ASE Accelerated Solvent Extraction (extração acelerada com solventes)

BTEX Benzeno, tolueno, etilbenzeno e xilenos

CAR/PDMS Carboxen com polidimetilsiloxano

CEx Capillary extraction (extração capilar)

CLSA Closed-loop-stripping analysis

CW/DVB Carbowax com divinilbenzeno

CW/TPR Carbowax com templated resin

DAI Direct aqueous injection (injeção direta)

DEP Departament of Environment Protection (Departamento de Proteção

Ambiental)

DHS Dynamic headspace (headspace dinâmico)

DVB/CAR/PDMS Divinilbenzeno com carboxen e polidimetilsiloxano

EI Electrons impact (impacto de elétrons)

EPA Environmental Protection Agency (Agência de Proteção Ambiental

dos Estados Unidos)

FID Flame ionization detector (detector por ionização de chama)

GC Gas chromatography (cromatografia gasosa)

HF-LPME Hollow-fiber liquid phase microextraction (microextração em fase

líquida com fibra oca)

HPLC High performance liquid chromatography (cromatografia líquida de

alta eficiência)

HS Headspace

IARC International Agency for Research on Cancer (Agência

Internacional para Pesquisa em Câncer)

IMS Ion mobility spectrometry

INCAT Inside needle capillary adsorption trap

INMETRO Instituto Nacional de Metrologia, Normalização e Qualidade

Industrial

LLE Liquid-liquid extraction (extração líquido-líquido)

LOD Limit of dedetection (limite de detecção)

xii

LOQ Limit of quantitation (limite de quantificação)

MCC Multi-capillary columns

ME Membrane extraction (extração por membrana)

MS Mass spectrometry (espectrometria de massas)

OSFME Organic solvent film microextraction

OSHA Occupational Safety and Health Administration

PA Poliacrilato

PDMS Polidimetilsiloxano

PDMS/DVB Polidimetilsiloxano com divinilbenzeno

pH Potencial hidrogeniônico

PI Padrão interno

PID Photoionization Detector (detector de fotoionização)

PT Purge and trap

PTV Programmable temperature vaporizer

SDME Single-drop microextraction

SFE Supercritical fluid extraction (extração com fluido supercrítico)

SIM Selected ion monitoring (monitoramento de íon selecionado)

SPDE Solid-phase dynamic extraction

SPE Solid-phase extraction (extração em fase sólida)

SPMCE Solid-phase microcolumn extraction

SPME Solid-phase microextraction (microextração em fase sólida)

USEPA United Stats Environmental Protection Agency (Agência de

Proteção Ambiental dos Estados Unidos)

UV Ultravioleta

VMP Valores máximos permitidos

VOC Volatile organic compound (composto orgânico volátil)

xiii

RESUMO

A presença de benzeno, tolueno, etilbenzeno e xilenos (BTEX) em água potável, devido

à toxicidade, só é permitida em baixa concentração (5µg/L para benzeno). Nesse

trabalho foram otimizadas e validadas três metodologias analíticas para a determinação

de BTEX em água: duas utilizando headspace estático (HS-GC-FID e HS-GC-MS) e

uma microextração em fase sólida (HS-SPME-GC-MS). As condições analíticas foram

otimizadas através de planejamento fatorial. Os métodos estudados apresentaram boa

seletividade, precisão e linearidade. As melhores recuperações foram obtidas por HS-

SPME-GC-MS (entre 97,9% e 104,3%), enquanto que a metodologia por HS-GC-MS

apresentou os menores limites de detecção (entre 2,3ng/L para benzeno e 7,1ng/L para

o-xileno).

Palavras Chaves: SPME; headspace; BTEX.

xiv

ABSTRACT

The presence of benzene, toluene, ethylbenzene and xylenes (BTEX) in drinking water

is allowed only in low concentration (5µg.L

-1

for benzene) due to high toxicity. In this

work three analytical methodologies for the determination of BTEX in water were

optimized and validated: two using static headspace (HS-GC-FID and HS-GC-MS) and

one using solid phase microextraction (HS-SPME-GC-MS). The analytical conditions

were optimized by factorial design. The methods showed good selectivity, precision and

linearity. The best recoveries were obtained by HS-SPME-GC-MS (between 97.9% and

104.3%) while the methodology by HS-GC-MS showed the lower limits of detection

(between 2.3ng.L

-1

for benzene and 7.1ng.L

-1

for o-xylene).

Key words: SPME; headspace; BTEX

1. Introdução

As preocupações suscitadas com a realidade dos recursos hídricos, isto é, as águas

destinadas a usos, têm induzido, em todo o mundo, a uma série de medidas governamentais

e sociais, objetivando viabilizar a continuidade das diversas atividades públicas e privadas

que têm como foco as águas doces, em particular, aquelas que incidem diretamente sobre a

qualidade de vida da população (Machado 2003).

Os problemas ambientais referentes à preservação das águas superficiais e subterrâneas

têm-se agravado muito nas últimas décadas, principalmente, em razão do crescimento

populacional e do conseqüente aumento da atividade industrial (Tiburtius et al. 2004).

Entre os principais contaminantes das águas estão os compostos aromáticos,

especialmente os hidrocarbonetos monoaromáticos denominados BTEX (benzeno, tolueno,

etilbenzeno e xilenos). A presença destes compostos na natureza causa impacto ambiental

devido ao potencial dos mesmos em causar danos aos seres vivos (Gusmão 2005).

A cromatografia gasosa (GC) é a técnica mais adequada para a análise de compostos

orgânicos, principalmente os mais voláteis, sendo utilizada na análise desses compostos

nas mais variadas matrizes. O método de análise por GC, para BTEX, utilizando detector

de ionização em chama (FID) ou de espectrometria de massas (MS), é a escolha ideal

(Harrison 1996).

É comum não se analisar quimicamente matrizes na forma bruta, pois elas costumam

ter e gerar interferências que são incompatíveis com os equipamentos analíticos. Uma

alternativa viável para contornar tais problemas é o emprego de procedimentos de preparo

da amostra, com os quais se procura isolar e, concomitantemente, concentrar as espécies de

interesse a níveis adequados e obter um nível de limpeza da amostra que não comprometa

a sua análise química. Desta forma, o preparo também inclui a sua adequação com a

técnica analítica que fornecerá os dados químicos (Bortoluzzi 2007).

A técnica de extração ou preparo de amostras conhecida como headspace estático é

usada para análise de orgânicos voláteis e semi-voláteis em amostras sólidas, líquidas e

gasosas. É uma técnica relativamente simples e de fácil aplicação.

A microextração em fase sólida é uma técnica de extração e pré-concentração rápida,

simples e que dispensa o uso de solventes extratores e manipulação excessiva de amostra.

Esta técnica foi descrita por (Arthur e Pawliszyn 1990) no inicio da década de 90 e tem

sido extensivamente estudada e aplicada em diversas matrizes como alternativa às

metodologias tradicionais (Augusto e Valente 2002).

Esse trabalho teve como objetivo principal desenvolver três metodologias para

determinação dos compostos BTEX em matrizes aquosas por meio da otimização dos

parâmetros experimentais empregando-se técnicas de planejamento multivariado: 1)

extração por headspace estático, separação por cromatografia gasosa e detecção por

ionização em chama (HS-GC-FID), 2) extração por headspace estático, separação por

cromatografia gasosa e detecção por espectrometria de massas (HS-GC-MS), 3) extração

por headspace estático acoplado à microextração em fase sólida, separação por

cromatografia gasosa e detecção por espectrometria de massas (HS-SPME-GC-MS).

Os objetivos secundários foram:

• Validação das três metodologias propostas otimizadas.

• Realização de um estudo comparativo entre as metodologias otimizadas.

• Quantificação dos BTEX em amostras de águas superficiais e de abastecimento

utilizando a metodologia mais adequada.

2. Revisão Bibliográfica

2.1. Considerações Gerais

A água é um recurso natural indispensável à sobrevivência do homem e demais seres

vivos no planeta. É uma substância fundamental para os ecossistemas da natureza, solvente

universal e importante para a absorção de nutrientes do solo pelas plantas, e sua elevada

tensão superficial possibilita a formação de franja capilar no solo, além de imprescindível

às formações hídricas atmosféricas, influenciando o clima das regiões; no ser humano é

responsável por aproximadamente ¾ de sua constituição. Infelizmente, este recurso natural

encontra-se cada vez mais limitado e exaurido pelas ações impactantes do homem nas

bacias hidrográficas, degradando a sua qualidade e prejudicando os ecossistemas (Paz

1996).

A água ocupa 71% da superfície do planeta, 97,3% deste total se constituem águas

salgadas, 2,07% são águas doces em geleiras e calotas polares (água em estado sólido) e

apenas 0,63% restam de água doce não totalmente aproveitado por questões de

inviabilidade técnica, econômica e financeira e de sustentabilidade ambiental (Maia Neto

1997) (Figura 2.1).

Salgada

97,30%

Doce

(Geleira)

2,07%

Doce

0,63%

Figura 2.1 – Distribuição da água no planeta.

Águas superficiais podem ser facilmente contaminadas por poluentes orgânicos

oriundos de diversas fontes tais como, vazamentos de solventes e combustíveis, acidentes

com produtos químicos industriais, despejos de efluentes industriais, uso indiscriminado de

Água

71%

Terras

Emersas

29%

pesticidas e herbicidas, sedimentação da emissão atmosférica proveniente da queima

incompleta de combustíveis automotivos e industriais, dentre outras fontes.

Com o crescente aumento do custo do tratamento de águas superficiais, a água

subterrânea vem se tornando a alternativa mais viável para uso humano. O uso deste tipo

de recurso hídrico está associado ao avanço tecnológico para sua exploração a grandes

profundidades e à qualidade, pois onde a intervenção humana não tenha causado nenhum

tipo de poluição sua pureza em termos bacteriológicos é de 99,99 % (Reimers e Anderson

1983). No entanto, a qualidade das águas subterrâneas vem sendo comprometida devido,

entre outros fatores, à crescente contaminação por vazamentos de gasolina em postos de

combustíveis.

A presença de compostos orgânicos voláteis (VOC), como benzeno, tolueno,

etilbenzeno e xilenos, conhecidos pela sigla BTEX, está comumente associada a

deposições atmosféricas, vazamentos de petróleo e alguns de seus derivados e efluentes

químicos industriais e representa um risco à saúde humana e animal, uma vez que são

altamente tóxicos. A exposição humana a estes compostos pode levar ao desenvolvimento

de problemas de saúde, desde irritação de olhos, mucosas e pele, passando por

enfraquecimento do sistema nervoso central, depressão da medula óssea, até o

desenvolvimento de câncer, no caso do benzeno, um composto classificado pela

Organização Mundial de Saúde como potente agente carcinogênico. Apesar dos efeitos

terem ligação direta com a quantidade e o tempo de exposição, estes são mais

pronunciados quando essas substâncias são ingeridas (Nogueira 2006).

No Brasil, o Ministério da Saúde, através da Portaria 518/04 (Brasil 2004), determina

que os valores máximos permitidos – VMP, para benzeno, tolueno, etilbenzeno e xilenos

em água para consumo humano são de 5, 170, 200 e 300µg/L, respectivamente (Tabela

2.1).

Emissões ambientais de BTEX são predominantemente antropogênicas. As principais

fontes incluem indústria química, usando como solvente; refinarias, como combustíveis e

óleo combustível para a indústria, residência e transporte; a produção e uso de tintas e

colas; e por fim a emissão da produção de coque (Harrison 1996). A USEPA constatou em

seu relatório sobre a emissão de compostos perigosos de coquerias a importância da

presença de BTEX em diversas etapas de funcionamento dessas indústrias (USEPA 2001).

Tabela 2.1 – Níveis de máximo de concentrações de BTEX em água.

Contaminante

Níveis Máximos de Concentração

(µ

µµ

µg/L)

Padrão para

consumo

humano

(Ministério da

Saúde)

Padrão para

água classe 1 e

2 (CONAMA)

Padrão para

água classe 3

(CONAMA)

Benzeno 5 5 5

Tolueno 170 2 -

Etilbenzeno 200 90 -

Xilenos 300 300 -

As emissões atmosféricas de BTEX provenientes de veículos acontecem através dos

motores, pela queima incompleta dos combustíveis e, adicionalmente, como produtos da

dealquilação termolítica de compostos monocromáticos de maior peso molecular. Outra

fonte associada com o uso de veículos a motor inclui o reabastecimento de veículos (Baird

2002). Durante o reabastecimento, o vapor dos combustíveis pode ser liberado através do

sistema de respiros dos tanques de armazenagem e também pela bomba de abastecimento.

2.2. BTEX

O anel benzênico é a estrutura fundamental dos derivados do benzeno (tolueno,

etilbenzeno e xilenos), que possuem o hidrogênio do anel do benzeno substituído por

grupos metil (-CH

) ou etil (-CH

-CH

). A Figura 2.2 apresenta o anel benzênico e suas

variações estruturais feitas pela substituição do hidrogênio do anel pelo grupo metil ou etil.

Figura 2.2 – Estrutura dos compostos BTEX.

2.2.1. Características dos BTEX

O benzeno é uma das substâncias químicas que causou grande impacto, principalmente

na indústria química, desde a sua descoberta, em 1825 por Faraday, que o isolou de gás de

iluminação. A importância do benzeno se deve às suas ótimas propriedades como solvente,

altamente solúvel em solventes orgânicos graxos e escassamente solúvel em água. É um

líquido incolor, altamente inflamável, com odor aromático característico, extremamente

volátil à temperatura ambiente (Badger 1969).

O benzeno foi sintetizado pela primeira vez, em 1834 por Mitscherlich a partir do ácido

benzóico; em 1845 foi isolado de carvão mineral (processo descoberto por Mansfield) e na

segunda metade do século XIX começou a ser produzido em escala industrial e utilizado

como matéria prima na produção de tecidos impermeabilizantes e de diversos produtos de

borracha (Badger 1969), (Locatelli et al. 1995), (Bartolucci et al. 1995). Com a utilização

crescente do benzeno em escala industrial elevou-se a sua concentração ambiental e

começaram as notícias dos primeiros casos de intoxicação em indivíduos expostos

profissionalmente ao benzeno. Em 1897 houve quatro casos fatais de benzolismo crônico

descritos na literatura e, em 1916, ocorreram numerosos casos de pancitopenia e anemia

aplástica em mulheres jovens que trabalhavam em uma indústria de pneus de bicicleta, na

Suíça (Bartolucci et al. 1995).

Quando o benzeno é descartado em água, ocorre uma rápida volatilização. O tempo de

meia-vida estimado para a volatilização do benzeno em um rio modelo de um metro de

profundidade com fluxo de 1,00m/s e velocidade de vento de cerca de 3,00m/s é de 2,70

horas, a 20

C. O benzeno não se deposita significativamente em sedimentos, não é

bioconcentrado em organismos marinhos e nem hidrolisado. O benzeno apresenta tempo

de meia vida de dezessete dias devido à fotodegradação que contribui para a sua remoção

em águas frias, com baixos nutrientes ou outras condições menos propensas à degradação

microbiana. Também foi testado que o tempo de degradação de benzeno em um rio

aeróbico é de dezesseis dias (Aires et al. 1999).

O tolueno é obtido principalmente do tar oil (óleo de alcatrão). Muito superficialmente

solúvel em água e miscível em álcool, clorofórmio, éter, acetona, ácido acético glacial e

dissulfeto de carbono (Budavari 1989). De cheiro doce, pungente, parecido com benzeno.

A concentração limite na água, a partir da qual se detecta odor, é de 0,024-0,170mg/L e

para gosto é de 0,040-0,120mg/L (WHO 1996).

Quando o tolueno é liberado em água superficial (meia-vida de 5 horas a 25°C, que

aumenta com a profundidade da coluna d’água), é rapidamente volatilizado para o ar

(meia-vida de 13 horas a um dia). No ar é degradado rapidamente. No solo o tolueno é

biodegradado depois de 20 dias (63-86%). A remoção por degradação biológica da água

superficial é menos eficiente (WHO 1996).

O etilbenzeno é um líquido transparente, inflamável, praticamente insolúvel em água.

Miscível em solventes orgânicos usuais (Budavari 1989). Seu limite de concentração em

água para alterar as propriedades organolépticas são 0,002-0,130mg/L (odor) e 0,072-

0,200mg/L (sabor). A biodegradação em solo ocorre em condições aeróbias (meia-vida de

24,2 dias). Em água, pode ser biodegradado também em condições aeróbias (WHO 1996).

O xileno é uma mistura comercial de três isômeros orto, meta e para-xileno, onde o

isômero meta predomina, e foi isolado pela primeira vez do destilado cru da madeira.

Praticamente insolúvel em água, porém miscível em álcool absoluto, éter e muitos outros

líquidos orgânicos (Budavari 1989).

O xileno altera as propriedades organolépticas da água em concentrações de 0,02-

1,80mg/L (odor) e 0,30-1,00mg/L (sabor). Devido sua volatilidade, o xileno é emitido

freqüentemente no ar (meia-vida de alguns dias), inclusive se lançado em água superficial.

Podem ser degradados em água subterrânea, em condições aeróbias, já em condições

anaeróbias a biotransformação não é esperada (WHO 1996).

2.2.2. Efeitos Tóxicos dos BTEX

O benzeno está na lista de substâncias perigosas por ser regulamentado pela

Occupational Safety and Health Administration (OSHA) e citado pelo Departament of

Environment Protection (DEP), Environmental Protection Agency (EPA), entre outros. O

benzeno consta da lista especial de substâncias danosas à saúde por ser carcinogênico,

substância capaz de induzir câncer em conseqüência de exposição aguda ou crônica (tal

como leucemia) (Aires et al. 1999).

Quanto ao risco à saúde, os efeitos de curta duração, agudos, podem ocorrer

imediatamente ou pouco tempo após a exposição ao benzeno provocando sintomas, tais

como: tonteiras, delírios, dores de cabeça, vômitos, convulsões, coma ou morte súbita

proveniente de batimentos cardíacos irregulares que podem advir se a dose de benzeno for

elevada; risco de câncer, tal como leucemia. Quanto ao risco na reprodução, existem

evidências limitadas de que o benzeno seja teratogênico em animais (logo, até que testes

comprobatórios sejam realizados, deve-se tratá-lo como um possível teratogênico em

humanos). Outros efeitos, tais como a exposição prolongada, podem causar ressecamento e

escamamento da pele. A exposição repetida pode causar danos a alguns órgãos produtores

de sangue, gerando uma condição denominada anemia apática, que pode levar à morte

(Mendes 1993).

Para exposição aguda ao tolueno, os efeitos predominantes são: enfraquecimento do

sistema nervoso central e irritação das mucosas. Fadiga e sonolência são efeitos mais

sensíveis. Em exposição prolongada os efeitos são praticamente os mesmos (WHO 1996).

A Agência Internacional para Pesquisa em Câncer (IARC - International Agency for

Research on Cancer) concluiu que não há evidências para carcinogenicidade de tolueno

em animais e humanos, classificando-o no Grupo 3 (WHO 1996).

Em humanos, o tolueno é provavelmente absorvido completamente pelo trato

gastrointestinal depois de assimilação oral. O composto é rapidamente distribuído em

animais e ocorre pelo tecido adiposo de modo semelhante à administração por inalação e

oral. Em seguida, o composto é preferencialmente encontrado no tecido adiposo, seguindo

pelas glândulas adrenais, rins, fígado e cérebro. Tolueno é rapidamente convertido no

fígado, o qual é posteriormente conjugado e eliminado na urina (WHO 1996).

O etilbenzeno causa irritação nos olhos, mucosas e peles e em altas concentrações é

narcótico (Budavari 1989). Na sua forma líquida, é facilmente absorvido por humanos pela

pele e trato intestinal. Tanto distribuição quanto excreção são rápidas. Depósitos de

etilbenzeno em tecido adiposo têm sido relatados, e o composto pode ultrapassar a barreira

placentária. Após biotransformado no organismo, é excretado na urina, dentro de 24 horas.

Não há evidências que etilbenzeno seja cancerígeno em humanos (WHO 1996).

A toxicidade do xileno é semelhante ao tolueno, porém seus vapores são mais irritantes

(Morita e Assunção 1972). Depois de pequeno tempo de exposição (6hora/dia;

5dias/semana) são afetadas as reações, coordenação motora e equilíbrio. Narcótico em

altas concentrações. Sua toxicidade crônica ainda não está muito bem definida, porém

sabe-se que é muito menos tóxico que benzeno. Não há dados suficientes de toxicidade por

ingestão. Em humanos, após inalação, 60-65% do xileno é absorvido. Outra importante via

de entrada é a pele. Sua distribuição é rápida e pode ultrapassar a barreira placentária. É

armazenado no tecido adiposo, onde uma grande parte é convertida e excretada na urina.

Não há evidências de carcinogenicidade para xilenos (WHO 1996).

2.3. Técnicas de Extração

O objetivo de se realizar o preparo de amostras é promover a transferência dos analitos

de interesse da matriz para um meio adequado, de modo que se possa introduzi-los no

instrumento analítico sem causar danos ao mesmo. Algumas das características desejáveis

para uma técnica de extração ideal é que ela seja barata, eficiente, simples e rápida.

Infelizmente, ainda não é possível reunir todas essas características em uma única técnica,

portanto o desenvolvimento de novas tecnologias tem atraído considerável interesse nos

dias atuais.

Desde que estudos comprovaram a existência de risco à saúde humana causada pelos

BTEX, métodos analíticos mais práticos, rápidos, seguros e de menor custo vêm sendo

desenvolvidos para determinação destes compostos em água.

Os métodos de preparo de amostras tradicionais como extração líquido-líquido (LLE),

extração com fluido supercrítico (SFE), extração com Soxhlet, extração em fase sólida

(SPE), extração acelerada com solventes (ASE) são trabalhosos e utilizam grande

quantidade de solventes (Silva 2005b).

A microextração em fase sólida (SPME) e headspace (HS) são uma opção,

relativamente simples, que tem sido empregada para a extração e determinação de BTEX

em amostras de água.

A Tabela 2.2 apresenta uma compilação de trabalhos publicados sobre o

monitoramento de BTEX em água.

2.3.1. Headspace (HS)

A técnica de headspace estático é usada para análise de orgânicos voláteis e semi-

voláteis em amostras sólidas, líquidas e gasosas. É uma técnica relativamente simples e de

fácil aplicação.

Na extração por HS, a amostra é normalmente colocada em um frasco selado e mantido

em aquecimento até os compostos alcançarem o equilíbrio com a fase gasosa (Figura 2.3).

A concentração relativa de cada analito nas duas fases, gasosa e líquida, é determinada

pelo coeficiente de partição, definido como a razão da concentração de analito na fase

líquida por aquele na fase gasosa (Menéndez et al. 2000).

Fonte: (Melquiades et al. 2006).

Figura 2.3 – Fases do frasco de headspace.

A técnica de HS estático ou dinâmico (purge and trap) têm se tornado o método mais

amplamente usado em laboratórios ambientais, até mesmo acoplados à técnicas como a

microextração em fase sólida (SPME) (Yang et al. 2004).

A extração por headspace oferece várias vantagens, entre elas, ser uma técnica pouco

onerosa, não requerer instrumentação complicada, o uso de solvente orgânico não é

necessário e a sensibilidade para BTEX é drasticamente aumentada em relação ao método

de injeção direta (Menéndez et al. 2000).

Tabela 2.2 – Compilação de pesquisas relacionadas com o monitoramento de BTEX em água.

Matriz Localização Método de

Extração

Técnica

Cromatogr.

Limite de Detecção (

µµ

g/L)

Referência

Benzeno Tolueno

Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

Água

Subterrânea

Suíça DAI GC-MS 0,59 0,98 0,24 0,29 0,43 2,1 (Aeppli et al. 2008)

Água Pura Espanha HS-SDME GC-MS 0,022 0,044 0,059 0,075 0,091

(Aguilera-Herrador

et al. 2008)

Água Potável Portugal

HS-SPME

GC-FID

0,015 0,16 0,032 0,056 0,069 0,042

(Almeida e Boas

2004)

CLSA 0,031 0,026 0,012 0,018 0,016 0,019

Água

Subterrânea

Espanha

GC-FID

0,1 0,1 0,4 0,5 0,7

(Alonso et al. 2003)

HS-SPME 0,1 4,0 0,4 1,0 1,0

Água de Rio Espanha HS-SPME GC-FID 0,07 0,02 0,02 0,02 0,02

(Arambarri et al.

2004)

Água Pura Canadá SPME GC-FID 3,0 1,0 0,3 0,3 0,3 (Arthur et al. 1992)

Água

Subterrânea

Itália PT GC-MS 0,0060 0,0129 0,0226 0,0059 0,0028 (Bianchi et al. 2002)

Tabela 2.2 – Compilação de pesquisas relacionadas com o monitoramento de BTEX em água (continuação).

Matriz Localização

Método de

Extração

Técnica

Cromatogr.

Limite de Detecção (

µµ

g/L)

Referência

Benzeno Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

Água

Subterrânea

Coréia do

Sul

HS-SPME GC-FID ND ND ND ND ND (Cho et al. 2003)

Água Potável Iran HS-SPME GC-FID 0,002 0,002 0,0015 0,0015 0,0015 (Djozan e Assadi 1997)

Água Potável Iran HS-SPME GC-FID 0,02 0,02 0,03 ND

0,05 (Djozan et al. 2004)

Águas

Residuais

Brasil PT GC-PID 0,12 ND ND 0,06 (Dórea et al. 2007)

Águas

Residuais

Brasil PT

GC-

PID/FID

0,12 0,05 0,10 0,06 0,06 (Emídio et al. 2006)

Água de Rio Iran HS-SPME GC-FID 0,11 0,22 0,26 0,37 0,26

(Farajzadeh e Matin

2008)

Águas

Residuais

Brasil HS-SPME GC-FID 0,28 0,19 0,06 0,05 0,05 (Gaujac et al. 2008)

Água do Mar China PT GC-PID 0,0073 0,0081 0,0114 0,0083 0,0132 (Han et al. 2006)

Água Pura Alemanha ME GC-FID 0,1 0,5 0,5 1,0 0,5 (Hauser e Popp 2001)

Tabela 2.2 – Compilação de pesquisas relacionadas com o monitoramento de BTEX em água (continuação).

Matriz Localização

Método de

Extração

Técnica

Cromatogr.

Limite de Detecção (

µµ

g/L)

Referência

Benzeno Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

Águas

Residuais

China HS-SPME

GC-µFID

portátil

1,0 0,75 0,44 1,4 (Ji et al. 2006)

Água

Subterrânea

Alemanha HS-SPDE GC-MS

0,013 NA NA NA NA

(Jochmann et al. 2007)

Água de Rio Rússia Needle trap GC-FID

0,06 0,07 0,05 0,07 0,07

(Jurdáková et al. 2008)

Água Pura Eslováquia

INCAT

GC-FID

0,38 0,39 0,20 0,20 0,22

(Kubinec et al. 2004)

PT 0,11 0,12 0,16 0,16 0,17

Água

Subterrânea

Espanha

HS GC-FID 0,6 0,6 0,4 0,3 0,4

(Lacorte et al. 2002)

PT GC-MS 0,002 0,001 0,001 0,001 0,002

Água

Subterrânea

China

HS-SPME GC-MS 0,00004 0,00002 0,00005 0,00001 0,00002

(Lee et al. 2007)

Águas

Residuais

Eslováquia HS-SPME GC-FID 0,31 0,13 0,09 0,09 0,09

(Matisová et al. 1999)

Água Pura

Eslováquia HS-SPME GC-FID ND ND ND ND ND

(Matisova et al. 2002)

Tabela 2.2 – Compilação de pesquisas relacionadas com o monitoramento de BTEX em água (continuação).

Matriz Localização

Método de

Extração

Técnica

Cromatogr.

Limite de Detecção (

µµ

g/L)

Referência

Benzeno Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

Água Pura Espanha

GC-FID

1,0 1,0 2,0 2,0 2,0

(Menéndez et al. 2000)

SPME 1,0 0,3 0,2 0,2 0,2

HS-SPME 0,6 0,2 0,08 0,08 0,08

Águas

Residuais

Iran

DHS-

OSFME

GC-FID 0,42 0,21 0,16 0,19 (Mohammadi e

Alizadeh 2006)

Água de Rio Bangladesh

SPE GC-FID ND ND ND ND ND

(Mottaleb et al. 2003)

Água Pura Itália

CEx GC-FID 14 9,0 8,0 11 12

(Nardi 2003)

Água

Subterrânea

Brasil

HS GC-MS 0,93 3,85 0,81 2,14 9,64

(Nogueira 2006)

Água Pura Lituânia

HS-SPME GC-FID 0,17 0,07 0,11 0,10 0,08

(Panavaitë et al. 2005)

Água Pura Espanha

HS PTV-fast

GC-MS

0,02 0,01 0,02 0,1 ND

(Pavon et al. 2007)

Água

Subterrânea

Alemanha

HS-SPME GC-FID 0,055 0,050 0,060 0,060 0,055

(Popp e Paschke 1997)

SPME 0,045 0,035 0,035 0,040 0,035

Tabela 2.2 – Compilação de pesquisas relacionadas com o monitoramento de BTEX em água (continuação).

Matriz Localização

Método de

Extração

Técnica

Cromatogr.

Limite de Detecção (

µµ

g/L)

Referência

Benzeno Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

Água Potável

República

Checa

INCAT GC-FID 0,125 0,104 0,073 0,019 0,059

(Prikryl et al. 2006)

SPME 0,382 0,144 0,075 0,027 0,068

Água

Subterrânea

Brasil

PT GC-MS ≤ 0,1

(Rego e Netto 2007)

Água

Subterrânea

Espanha

PT GC-MS 0,002 0,001 0,001 0,001 0,002

(Rosell et al. 2003)

Água Pura Iran

HF-LPME GC-FID 30,0 5,0 7,0 ND 6,0 (Sarafraz-Yazdi et al.

2008)

Água Potável Suíça

HS-SPME GC-FID 0,10 0,50 0,10 0,20 0,10

(Schmidt et al. 2004)

Água Potável Espanha

HS GC-MS 0,20 0,19 0,14 0,15 0,15 (Serrano e Gallego

2004)

Águas

Residuais

China

HS-SPME GC-FID 0,29* 0,27* 0,21* 0,31* 0,94*

(Shutao et al. 2006)

Água de

Neve

Alemanha

HS-SPDE GC-MS 0,019 0,024 0,018 0,030 0,021

(Sieg et al. 2008)

Tabela 2.2 – Compilação de pesquisas relacionadas com o monitoramento de BTEX em água (continuação).

Matriz Localização

Método de

Extração

Técnica

Cromatogr.

Limite de Detecção (

µµ

g/L)

Referência

Benzeno Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

Água Pura Eslováquia

HS-SPMCE GC-MS 0,10 0,14 0,13 0,13 0,09 (Tölgyessy et al. 2007)

Água

Subterrânea

Canadá

GC-MS

100

(Wang et al. 2002)

HS-SPME 1,0

Água

Subterrânea

Alemanha HS-SPME MCC/UV-

IMS

ND ND ND ND ND (Walendzik et al. 2005)

Água Pura China HS-SPME GC-FID 0,0025 0,0020 0,0020 0,0014 0,0017 (Xiao et al. 2000)

Água

Subterrânea

Suíça DAI GC-MS < 0,2 ≤2,0 (Zwank et al. 2002)

*Limite de quantificação, ND – não determinado, NA – composto não analisado, DHS - dynamic headspace (headspace dinâmico), OSFME -

organic solvent film microextraction, PT - purge and trap, ME - membrane extraction (extração por membrana), CEx - capillary extraction

(extração capilar), CLSA - closed-loop-stripping analysis, INCAT - inside needle capillary adsorption trap, PID - photoionization detector

(detector de fotoionização), PTV - programmable temperature vaporizer, SPDE - solid-phase dynamic extraction, SPMCE – solid-phase

microcolumn extraction, DAI - direct aqueous injection (injeção direta), HF-LPME - hollow-fiber liquid phase microextraction

(microextração em fase líquida com fibra oca), MCC - multi-capillary columns, UV- ultravioleta, IMS - ion mobility spectrometry, SDME -

single-drop microextract.

2.3.2. Microextração em Fase Sólida (SPME)

A microextração em fase sólida é uma técnica relativamente simples do ponto de vista

instrumental. Desenvolvida por Arthur e Pawliszyn, sua forma original baseia-se na sorção

dos analitos por uma fibra de sílica modificada quimicamente, com posterior dessorção

térmica dos analitos em um cromatógrafo a gás (Arthur e Pawliszyn 1990).

O rápido desenvolvimento desta técnica resultou na fabricação de um dispositivo

comercializado pela Supelco

(Figura 2.4). Este dispositivo consiste de uma seringa

modificada, montada em um holder protetor.

Fonte: (Leles 2005).

Figura 2.4 – Dispositivo de SPME.

Uma agulha protege a fibra, durante a perfuração do septo de vedação do frasco que

contém a amostra, na sua retirada e na perfuração e remoção do septo do injetor do

cromatógrafo a gás (Neto e Nunes 2003).

O processo de extração envolve a partição entre os analitos na matriz e na fase

estacionária, sendo que este particionamento é controlado por propriedades físico-químicas

dos analitos, da matriz e da fase estacionária. No equilíbrio, a quantidade extraída é

proporcional ao coeficiente de partição e a concentração do analito na amostra. O

coeficiente de partição é determinado pela interação entre o analito/matriz e o

analito/recobrimento. A extração é considerada completa quando a concentração do analito

atinge o equilíbrio de distribuição entre o recobrimento e a matriz (Alves 2006).

A partição dos analitos entre a fase aquosa e a fase orgânica estacionária pode ser

expressa pela constante de distribuição K:

sendo C

a concentração na fibra e C

, a concentração na fase aquosa.

A razão de partição, k, será dada por:

em que n

e n

representam o número de moles na fase estacionária e aquosa,

respectivamente. Um rearranjo da última equação fornecerá:

= K V

Substituindo “C

” na (Eq. 2)

por “n

”, obteremos:

Como na (Eq. 2) k = K V

Então

= C

K V

(Eq. 2.6)

Cancelando V

, comum ao numerador e ao denominador,

K = C

k = C

= n

= K V

k = n

= n

= C

(Eq. 2.5)

(Eq. 2.4)

(Eq. 2.3)

(Eq. 2.2)

(Eq. 2.1)

= K V

(Eq. 2.7)

Fazendo o termo K V

igual a uma constante A,

A = K V

(Eq. 2.8)

Se tem, finalmente,

= A C

(Eq. 2.9)

Portanto, haverá uma relação linear entre a quantidade sorvida na fase estacionária e a

concentração na amostra (Lanças 2004a).

Os dois principais modos de operação em SPME são a extração direta e a extração via

headspace (Figura 2.5).

Fonte: (Lanças 2004a).

Figura 2.5 – Principais modos de extração em SPME: (a) extração direta e (b) extração via

headspace.

Na extração direta o revestimento da fibra é inserido diretamente dentro da amostra e

os analitos são transportados da amostra matriz para a fase polimérica. Entretanto este

procedimento de extração direta somente pode ser realizado quando não há possibilidade

de danos ao material sorvente causado pelo contato direto com a amostra. Alguns artifícios

como agitação com barra magnética, sonicação ou movimentos rápidos da fibra ou do

frasco da amostra podem facilitar na extração aumentando a velocidade de difusão do

analito da amostra para dentro da fibra. No modo de extração através do headspace a fibra

Fibra

Amostra

Fase estacionária

é exposta à fase gasosa acima da amostra. Este modo é ideal nos casos em que os analitos

sejam suficientemente voláteis na temperatura de extração escolhida, evitando danos à

fibra causados por contato direto com a matriz e facilitando modificações do meio como

pH, força iônica, etc. (Silva 2005a).

Uma variante desses dois modos, denominada extração indireta, utiliza uma membrana

protetora sobre a fibra, a fim de protegê-la no caso de análise de amostras extremamente

sujas, com fluidos biológicos. Esse modo é recomendado apenas quando os outros dois

modos (direto ou headspace) não forem adequados (Tabela 2.3) (Lanças 2004a).

Tabela 2.3 – Seleção do modo de extração em SPME.

Modo Característica do analito Matrizes típicas

Direto Volatilidade média e baixa Amostras gasosas; líquidas

Headspace Volatilidade média e alta Amostras líquidas; sólidas

Indireto Volatilidade baixa Amostras complexas

Fonte: (Lanças 2004a).

A afinidade da fase extratora por um analito é o fator mais importante no

desenvolvimento de um método utilizando SPME. A seleção da fase é baseada,

principalmente, na polaridade e volatilidade do analito (Fernandes 2006). A Tabela 2.4

ilustra as características de algumas fibras para SPME comercialmente disponíveis. Fibras

específicas para uma classe de compostos fornecem, como principal vantagem, uma maior

seletividade de extração, minimizando a extração de interferentes (Alpendurada 2000).

Tabela 2.4 – Fibras disponíveis comercialmente para SPME.

Filme

Espessura

do filme

Uso

recomendado

Temp.

máxima

(°C)

Aplicações

PDMS

100µm

GC-HPLC 2-10 280 Voláteis, compostos

de alta massa

molecular e

semivoláteis pouco

polares

30µm

GC-HPLC 2-11 280

7 µm

GC-HPLC 2-11 340

85µm

GC-HPLC 2-11 320 Compostos orgânicos

polares como

triazinas e fenóis

PDMS/DVB

65µm

GC 2-11 270 Compostos polares,

aminas e voláteis

60µm

HPLC 2-11 270

CAR/PDMS

75µm

GC 2-11 320 Compostos de baixa

massa molecular e

gases

CW/DVB

65µm

GC 2-9 260 Compostos polares e

alcoóis

CW/TPR

50µm

HPLC 2-9 260 Compostos polares e

surfactantes

DVB/CAR/PDMS 50/30µm

GC 2-11 270 Análise de traços

a – fase ligada, b – fase não ligada, PDMS - polidimetilsiloxano, PA – poliacrilato, DVB -

divinilbenzeno , CAR - carboxen, CW – carbowax.

Fonte: (Alves 2006).

2.4. Cromatografia Gasosa (GC)

A cromatografia é um método físico-químico de separação dos componentes de uma

mistura, constituído de duas fases em contato íntimo: uma fase que permanece estacionária

durante todo o processo, enquanto que a outra move-se através dela. Quando a fase móvel

é um gás, o método é denominado Cromatografia em Fase Gasosa, sendo que, neste caso, a

fase estacionária poderá ser tanto um sólido quanto um líquido disperso sobre um suporte

inerte (Lanças 1993).

A amostra, por meio de um sistema de injeção, é introduzida em uma coluna contendo

a fase estacionária. O uso de temperaturas convenientes no local de injeção da amostra e na

coluna possibilita a vaporização dessas substâncias que, de acordo com suas propriedades e

as da fase estacionária, são retidas por tempos determinados e chegam à saída da coluna

em tempos diferentes. O uso de um detector adequado na saída da coluna torna possível a

detecção e quantificação dessas substâncias (Collins et al. 2006).

A detecção dos compostos pode ser realizada utilizando-se diversos tipos de detectores.

Eles se dividem em detectores universais, sensíveis a qualquer substância, detectores

seletivos, sensíveis apenas a alguma classe de substâncias e detectores específicos,

sensíveis a um ou alguns elementos. Exemplos destes detectores são por ionização em

chama, por condutividade térmica, fotométrico de chama, termiônico e por captura de

elétrons, respectivamente. Caso a identificação dos compostos seja de interesse, o

cromatógrafo a gás pode estar acoplado a um espectrômetro de massas, que também é um

detector universal (Collins et al. 1993).

2.4.1. Cromatografia Gasosa com Detecção por Ionização em

Chama

O detector por ionização em chama (FID) consiste de uma pequena difusão hidrogênio-

ar formando a chama no final do queimador. Quando os compostos orgânicos são

introduzidos na chama do efluente da coluna, espécies carregadas eletricamente são

formadas. Estas são coletadas num eletrodo e produz um aumento na corrente proporcional

a quantidade de carbono na chama. O resultado da corrente é amplificado por um

eletrômetro. Os processos envolvidos no mecanismo de ionização no FID iniciam na ponta

do queimador e em regiões discretas da chama. O material orgânico eluido da coluna sofre

reações de degradação nesta região rica em hidrogênio, formando um grupo de espécies de

carbono simples. Como os dois fluxos de gases se misturam na zona de reação, com

oxigênio disponível, a seguinte reação ocorre:

+ O

→ CHO

+ e

As espécies de CHO

reagem rapidamente com a água produzida na chama para gerar

íons hidrônios:

CHO

+ H

O → H

+ CO

Estes íons de cargas positivas e suas formas “polimerizadas” (H

são as cargas

positivas primárias de espécies carreadas. A resposta do FID é proporcional ao número de

átomos de carbono, ao invés do peso ou moles do composto (Grob e Barry 1995).

2.4.2. Cromatografia Gasosa com Detecção por Espectrometria

de Massas

A cromatografia gasosa com detecção por espectrometria de massas (GC-MS) consta

de um cromatógrafo, usualmente com uma coluna capilar, uma interface para ligação dos

dois sistemas, uma câmara de ionização onde os íns são formados, uma câmara mantida

sob vácuo onde ocorre a separação destes e um sistema de detecção dos íons, acoplado a

um sistema de registro com um programa para a interpretação dos dados obtidos (Collins et

al. 2006).

O acoplamento das técnicas de cromatografia gasosa e espectrometria de massas é

bastante compatível, uma vez que ambas trabalham com a amostra em fase gasosa e

requerem pequenas quantidades da mesma na análise. O único obstáculo reside no fato de

que o efluente que sai da coluna cromatográfica (o gás de arraste, normalmente com um

fluxo entre 1 e 3mLmin

-1

) está a uma pressão próxima da pressão atmosférica e deve ser

conduzido até o interior do espectrômetro de massas, que trabalha em alto vácuo (10

-5

-10

-8

torr). Essa diferença de pressão provoca a expansão do gás, com conseqüente aumento da

quantidade de gás no detector. Diante disso, um sistema eficiente de bombeamento é

requerido com o intuito de manter o vácuo, dentro da fonte, perto de um nível ótimo para

ionização. O fluxo de gás advindo do cromatógrafo não interfere na análise, pois o sistema

de bombeamento elimina o excesso desses gases (Herbert e Johnstone 2003).

A fonte de ionização mais comum em espectrometria de massas é a ionização de

elétrons (EI - electrons impact), a qual emprega um filamento aquecido para gerar elétrons

com energia suficiente para provocar ionização nos analitos de interesse. Os íons formados

são direcionados para o analisador, cuja função é separá-los de acordo com sua relação

massa/carga (m/z). Os analisadores de massas mais utilizados no presente são o

quadrupolo e o íon trap, sendo que analisadores do tipo time-of-flight começaram a se

tornar mais populares (Lanças 2004b).

Depois de separados, os íons são detectados e um sistema sofisticado processa os dados

obtidos, fornecendo informações qualitativas e quantitativas. As informações qualitativas

são obtidas através de interpretação dos espectros de massas. Esse espectro de massas é

característico da substância e pode ser comparado a espectros de massas de padrões

analisados simultaneamente, ou provenientes de bibliotecas armazenadas no computador

(Collins et al. 2006).

O sistema de tratamento de dados também constrói cromatogramas convencionais a

partir dos dados obtidos, e esses cromatogramas são usados na quantificação. Quando os

compostos presentes na amostra já foram identificados e se deseja proceder à quantificação

de um ou mais desses compostos, a análise normalmente é feita no modo de

monitoramento de íons selecionados (SIM – selected ion monitoring). Nesse caso, apenas

fragmentos específicos de um ou mais compostos serão selecionados pelo analisador de

massas e serão detectados (Collins et al. 2006).

2.5. Otimização dos Parâmetros Experimentais

Otimização corresponde a tornar algo tão perfeito, efetivo ou funcional quanto

possível. Portanto, pode-se definir otimização como sendo um processo baseado em

instruções que permitam obter o melhor resultado de uma dada situação. Cientificamente,

estas instruções são freqüentemente expressas através de métodos matemáticos que

procuram maximizar alguma propriedade específica do sistema em estudo. É na escolha

desta propriedade a ser otimizada, e das condições de controle, que se encontra grande

parte das discussões sobre qual a melhor indicação para um desempenho ideal do sistema

(Fernandes 2006)

O planejamento fatorial tem sido muito aplicado em pesquisas básicas e tecnológicas e

é classificado como um método do tipo simultâneo, onde as variáveis de interesse que

realmente apresentem influências significativas na resposta são avaliadas ao mesmo tempo.

Ele permite uma combinação de todas as variáveis em todos os níveis, obtendo-se assim

uma análise de uma variável, sujeita a todas as combinações das demais.

Planejamentos Fatoriais são extremamente úteis para medir os efeitos (ou influencias)

de uma ou mais variáveis na resposta de um processo. O usual é realizar um planejamento

com dois níveis, no máximo três. O uso de mais níveis aumentaria sobremaneira o número

de pontos experimentais, fato esse que se quer evitar quando se propõe um planejamento

(Calado e Montgomery 2003).

Nos planejamentos de dois níveis costuma-se identificá-los como níveis superior (+) e

inferior (-). Em geral, se houver n níveis do fator k, o planejamento será um fatorial n

onde o número mínimo de experimentos corresponde ao resultado desse fatorial. Para

estimativa do erro experimental de uma resposta individual e a partir daí avaliar a

significância estatística dos efeitos é necessário que sejam realizados ensaios repetidos e

para evitar a ocorrência de distorções estatística nos resultados é importante realizar os

ensaios em ordem aleatória. O sorteio da ordem de realização dos ensaios dilui a

probabilidade de algum fator indesejável afetar uma resposta especificamente. Neste caso,

a probabilidade é a mesma para todas as respostas (Barros Neto et al. 2003).

A análise por meio de gráficos ajuda distinguir, nos resultados de um planejamento, os

valores que correspondem realmente aos efeitos.

No diagrama de pareto pode-se visualizar a importância de cada parâmetro estudado,

bem como suas interações. Os gráficos de superfície de respostas é um conjunto de

técnicas de planejamento e análise de experimentos que utiliza a modelagem matemática

de resposta em função dos fatores de controle, cujo objetivo é otimizar a resposta, ou seja

identificar quais são os níveis dos fatores para os quais a resposta é otimizada (Alves

2006).

2.6. Validação de Métodos Analíticos

Validar um sistema é dar ao mesmo validade, credibilidade, confiança. No caso de um

sistema de análise de substâncias químicas, a validação objetiva, principalmente, assegurar

que o sistema funcione adequadamente dentro das condições de análise para as quais foi

validado. Todo sistema apresenta limitações; o importante na validação é conhecer essas

limitações e assegurar que o sistema analítico apresente o desempenho esperado, dentro

desses limites determinados no processo de validação (Lanças 2004b).

Há vários procedimentos distintos para validação, dependendo da finalidade do

procedimento. Sempre há discrepâncias, mesmo que mínimas, entre os diferentes sistemas

de validação. Portanto não há um sistema único de validação que atenda às exigências dos

diferentes órgãos nacionais e internacionais (Lanças 2004b).

No Brasil, há duas agências credenciadoras para verificar a competência de

laboratórios de ensaios, a ANVISA (Agência Nacional de Vigilância Sanitária) e o

INMETRO (Instituto Nacional de Metrologia, Normalização e Qualidade Industrial). Estes

órgãos disponibilizam guias para o procedimento de validação de métodos analíticos,

respectivamente, a Resolução ANVISA RE n°899, de 29/05/2003 e o documento

INMETRO DOQ-CGCRE-008, de março/2003 (Ribani et al. 2004). Suas similaridades e

diferenças podem ser melhor visualizadas na Tabela 2.5.

Tabela 2.5 – Parâmetros de validação do INMETRO e ANVISA.

INMETRO ANVISA

Especificidade/Seletividade Especificidade/Seletividade

Faixa de trabalho e Faixa linear de trabalho Intervalos da curva de calibração

Linearidade Linearidade

Curva de Calibração

Limite de Detecção Limite de Detecção

Limite de Quantificação Limite de Quantificação

Sensibilidade (inclinação da curva)

Exatidão e tendência (bias) Exatidão

Precisão Precisão

Repetitividade Repetibilidade (precisão intra-corrida)

Precisão Intermediária Precisão intermediária (precisão inter-

corrida)

Reprodutibilidade Reprodutibilidade (precisão inter-

laboratorial)

Robustez Robustez

Incerteza de medição

Fonte: Ribani et al. 2004.

Os parâmetros que necessitam ser calculados durante o processo de validação podem

variar de acordo com o tipo de ensaio (INMETRO 2003). Os parâmetros analíticos

normalmente encontrados para validação de métodos de separação são: seletividade,

linearidade e faixa de aplicação, precisão, exatidão, limite de detecção, limite de

quantificação e robustez (Ribani et al. 2004).

2.6.1. Seletividade

A seletividade de um método instrumental de separação é a capacidade de avaliar, de

forma inequívoca, as substâncias em exame na presença de componentes que podem

interferir com a sua determinação em uma amostra complexa. A seletividade avalia o grau

de interferência de espécies como outro ingrediente ativo, excipientes, impurezas e

produtos de degradação, bem como outros compostos de propriedades similares que

possam estar, porventura, presentes. A seletividade garante que o pico de resposta seja

exclusivamente do composto de interesse. Se a seletividade não for assegurada, a

linearidade, a exatidão e a precisão estarão seriamente comprometidas (Ribani et al. 2004).

A seletividade é o primeiro passo no desenvolvimento e validação de um método

instrumental de separação e deve ser reavaliada continuamente durante a validação e

subseqüente uso do método. Algumas amostras podem sofrer degradação, gerando

compostos que não foram observados inicialmente, que podem coeluir com a substância de

interesse (Ribani et al. 2004).

2.6.2. Linearidade

A linearidade é a resposta obtida em função da concentração do analito a qual deve ser

estudada em um intervalo de concentração apropriado (Lanças 2004b).

2.6.3. Detectabilidade

O limite de detecção (LOD - limit of detection) corresponde à menor quantidade de um

analito que pode ser detectada, porém, não necessariamente quantificada como um valor

exato (Lanças 2004b).

O limite de quantificação (LOQ - limit of quantitation) corresponde à menor

quantidade de um analito que pode ser quantificada com exatidão e com uma fidelidade

determinada (Lanças 2004b).

2.6.4. Precisão

A precisão é a expressão da concordância entre vários resultados analíticos obtidos

para uma mesma amostra. A precisão pode ser determinada em condições de repetibilidade

ou em condições de reprodutibilidade (Lanças 2004b).

2.6.5. Exatidão

A exatidão expressa a concordância entre o valor encontrado e o valor aceito como

verdadeiro ou aceito como referência (Lanças 2004b). Os processos mais utilizados para

avaliar a exatidão de um método são: materiais de referência; comparação de métodos;

ensaios de recuperação; adição padrão (Ribani et al. 2004).

A recuperação (ou fator de recuperação), R, é definida como a proporção da quantidade

da substância de interesse, presente ou adicionada na porção analítica do material teste, que

é extraída e passível de ser quantificada (Ribani et al. 2004).

A informação de recuperação pode ser estimada de materiais de referência certificados,

quando disponíveis, ou de um composto substituto (surrogate). O substituto é definido

como um composto ou elemento puro adicionado ao material teste, no qual o

comportamento químico e físico é representativo da substância de interesse na forma

nativa. Diz-se que o composto é um substituto porque este é transferido para a amostra e

pode não estar efetivamente no mesmo equilíbrio que se encontra a substância na forma

nativa, então determina-se a recuperação do substituto, fazendo uma “correção de

recuperação” para a substância de interesse. Os compostos substitutos, adicionados nas

amostras, podem ser de vários tipos: padrão da substância adicionado à matriz isenta da

substância ou à amostra (fortificação, incorporação, dopagem, enriquecimento, termos

provenientes do inglês spiking), uma versão da substância modificada isotopicamente ou

composto quimicamente diferente da substância de interesse, mas representativo de seu

comportamento (Ribani et al. 2004).

2.6.6. Robustez

A robustez é uma medida da capacidade de um método de não sofrer alterações em

decorrência de pequenas variações, deliberadamente introduzidas nos parâmetros do

método (Lanças 2004b).

Os testes de robustez avaliam os fatores que podem influenciar de modo mais

significativo a resposta de interesse (Brito et al. 2003). Um método é dito robusto quando

se mostra praticamente insensível a pequenas mudanças nas condições de trabalho, ou seja,

quanto maior a robustez do método, maior será a confiança deste em relação a sua precisão

(INMETRO 2003).

3. Materiais e Métodos

3.1. Materiais e Equipamentos

Purificação do Benzeno:

• Funil de separação de 1000mL.

• Erlenmeyer de 1000mL.

• Balão de destilação de 1000mL.

• Condensador.

• Manta.

• Garra.

• Suporte.

Preparo de padrões:

• Balão volumétrico (10 e 100mL).

• Micropipetas Digipet (0,5-10µL).

• Micropipetas LabMat (2-20µL, 20-200µL, 100-1000µL, 1-5mL).

• Espátula.

• Balança analítica Shimadzu AUY220.

Extração e análise:

• Vials de 20mL com tampa de alumínio e septo de silicone/teflon.

• Seringa gastight #1001 Hamilton.

• Dispositivo (holder) para injeção manual Supelco.

• Fibras de polidimetilsiloxano com 100µm de recobrimento Supelco.

• Fibras de carboxen/polidimetilsiloxano com 75µm de recobrimento Supelco.

• Bloco de alumínio com furos de 20mm.

• Forno (20-400°C).

• Termômetro.

• GC-FID Varian, modelo CP-3380.

• GC-MS Shimadzu, modelo GC-2010.

• Coluna Restek Rtx-5MS (5% difenil, 95% dimetilsiloxano) com 30m de comprimento,

0,25mm de diâmetro interno e 0,25µm de espessura de filme.

• Software Varian Star Workstation.

• Software Shimadzu GCMSsolution.

• Software Statistica 6.0 da Stat-Soft.

• Software Validate.

3.2. Reagentes

• Ácido sulfúrico P. A. (Vetec).

• Benzeno P.A. (Synth).

• Benzoato de Etila GC (Sigma-Aldrich).

• Bromobenzeno P. A. (Sigma-Aldrich).

• Cloreto de cálcio P. A. (Vetec).

• Cloreto de sódio P. A. (J. T. Baker).

• Etilbenzeno GC (Sigma-Aldrich).

• Hidróxido de sódio P. A. (Cromoline).

• Metanol HPLC/UV (J. T. Baker).

• Mistura de isômeros do xileno GC (Sigma-Aldrich).

• Tolueno UV/HPLC - Espectroscópico (Vetec).

3.3. Limpeza dos Materiais

A limpeza dos materiais utilizados neste trabalho baseou-se nos seguintes passos: 1)

Enxaguar três vezes com água comum, chacoalhando vigorosamente as vidrarias tampadas.

2) Adicionar um pouco da solução de extran a 5% e esfregar com uma escova. 3) Enxaguar

novamente as vidrarias com água comum até a eliminação completa das bolhas de sabão.

4) Enxaguar três vezes com água destilada para eliminar a água de torneira. 5) Adicionar

solução de HNO

2,5% m/v até encher completamente as vidrarias e cobrir com papel

filme. 6) Colocar as tampas em um pote plástico e submergi-las na mesma solução ácida.

7) Reservar por 24 horas e depois de corrido este tempo, descartar a solução ácida em um

recipiente próprio (para reutilização). 8) Enxaguar abundantemente as vidrarias e as tampas

com água destilada, repetir a operação pelo menos três vezes chacoalhando vigorosamente.

9) Enxaguar ainda por duas vezes com água ultra pura (deionizada). Somente para os vials

e septos adicionar ainda metanol até encher completamente e deixar em um banho de

ultrason por quinze minutos e depois de corrido este tempo, descartar em um recipiente

próprio (para reutilização). 10) Secar as vidrarias, os vials e septos em forno a 150°C e

após seco cobrir as extremidades com papel alumínio.

3.4. Purificação do Benzeno

A purificação do benzeno baseou-se nos seguintes passos: 1) Em um funil de separação

de 1000mL adicionar 500mL de benzeno e 100mL de solução 1% de ácido sulfúrico. 2)

Agitar, esperar decantar e extrair lentamente. 3) Repetir a etapa anterior por mais duas

vezes e posteriormente acrescentar 100mL de água ultra pura (deionizada). 4) Agitar,

esperar decantar e extrair. 5) Repetir a etapa anterior por mais três vezes e posteriormente

acrescentar 100mL de solução 1% de hidróxido de sódio. 6) Agitar, esperar decantar e

extrair. 7) Repetir a etapa anterior por mais três vezes e por fim fazer uma lavagem com

100mL de água ultra pura (deionizada) por três vezes. 8) Transferir o benzeno para um

erlenmeyer contendo cloreto de cálcio e deixar em contato por 24 horas. 9) Depois de

decorrido este tempo, destilar lentamente.

3.5. Padrões e Soluções

Foi preparado 50mL de uma solução padrão estoque, em um balão volumétrico de

50mL, diluindo os BTEX (0,0440g de benzeno, 0,0460g de tolueno e 0,0970g da mistura

de xilenos e etilbenzeno) em metanol. As soluções de trabalho foram preparadas instantes

antes do início de cada trabalho, a partir da diluição direta da solução padrão estoque em

água ultra pura (deionizada). As soluções padrão estoque foram armazenadas a 4°C, por

um período máximo de um mês.

3.6. Amostragem e Pontos de Coleta

Na etapa de aplicação da técnica otimizada, foram empregadas amostras de águas

superficiais e subterrâneas coletadas, em triplicata, nos poços de abastecimento e

reservatórios da UFOP e na superfície do Ribeirão Tripuí (Figura 3.1) no mês de dezembro

de 2008. A identificação de cada um dos pontos coletados encontra-se na Tabela 3.1.

Figura 3.1 – Imagem de satélite do campus da UFOP e parte da cidade de Ouro Preto, com

os pontos de coleta georeferenciados, gerada pelo programa Google Earth

Tabela 3.1 – Identificação dos pontos amostrais.

Ponto

Amostral

Coordenadas

Geográficas

Identificação

S1 20°24'1.58" S

43°31'33.71" O

Superfície do Ribeirão Tripuí, Saramenha.

S2 20°23'26.25" S

43°30'29.53" O

Superfície do Ribeirão Tripuí, Praça da Estação.

S3 20°23'25.80" S

43°30'7.16" O

Superfície do Ribeirão Tripuí, Praça da Barra.

P1 20°23'18.08" S

43°30'27.30" O

Poço Artesiano Parque Metalúrgico 2.

P2 20°23'18.07" S

43°30'26.79" O

Poço Artesiano Parque Metalúrgico 4.

R1 20°23'19.02" S

43°30'22.70" O

Reservatório da Praça da UFOP, chegada da nascente

do Horto Florestal.

R2 20°23'48.55" S

43°30'26.29" O

Reservatório do Centro de Convergência.

R3 20°23'45.32" S

43°30'37.79" O

Reservatório do ICEB.

As amostras foram coletadas diretamente nos vials de 20,00mL de capacidade com

tampa de alumínio e septo de silicone/teflon. A esses frascos foram adicionados 10,00mL

da amostra, 2,50g de cloreto de sódio e 100µL de benzoato de etila na concentração de

20mg/L.

Após a coleta os frascos foram lacrados e armazenados a temperaturas até 5°C em

recipientes apropriados até a chegada ao laboratório, onde foram transferidas para um

refrigerador ficando a 4°C até a determinação analítica.

3.7. Descarte dos Resíduos

Todo e qualquer resíduo gerado nas análises dos BTEX foram estocados em recipientes

apropriados, onde permaneceram até serem encaminhados para o descarte por empresas

especializadas no ramo sob responsabilidade da UFOP.

3.8. Condições Cromatográficas

As condições cromatográficas do GC-FID, Varian modelo CP-3380, para

determinação e quantificação dos compostos voláteis de interesse foram: temperatura do

injetor split/splitless a 250°C, mantido em splitless por 0,5 minuto, temperatura do detector

FID a 280°C. O volume injetado de 1000µL. A coluna utilizada para as separações foi a

Rtx

-5MS da Restek (5% difenil, 95% dimetilsiloxano) com 30m de comprimento,

0,25mm de diâmetro e 0,25µm de espessura de filme. O forno da coluna foi programado

para iniciar a corrida em 35°C, mantendo-se por 10 minutos, em seguida atingir a

temperatura de 225°C, através de uma rampa de aquecimento de 20°C/min e mantendo

esta temperatura por 1 minuto. Foi empregado hidrogênio como gás de arraste a uma

vazão de 1,76mL/min

e, com o nitrogênio como gás make-up, chegaram ao FID com vazão

de 30mL/min. A chama do FID foi mantida com ar sintético a 300mL/min e hidrogênio a

30mL/min. O split foi ajustado para 1:30. As corridas foram gerenciadas pelo software

Varian Star Workstation.

As condições cromatográficas do GC-MS, Shimadzu modelo GC-2010 foram:

temperatura do injetor, split/splitless com insersor de diâmetro interno de 0,75mm especial

para SPME, a 200°C para a metodologia HS e 250°C para HS-SPME. Injeção no modo

split, 1:15. A coluna utilizada para as separações foi a Rtx

-5MS da Restek (5% difenil,

95% dimetilsiloxano) com 30m de comprimento, 0,25mm de diâmetro e 0,25µm de

espessura. O forno da coluna foi programado para iniciar a corrida em 40°C, mantendo-a

por 1 minuto, indo a 70°C com taxa de aquecimento de 5°C/min e em seguida atingir a

temperatura de 220°C, através de uma rampa de 60°C/min, mantendo esta temperatura por

0,5 minuto. Como gás de arraste utilizou-se hélio a uma vazão de 2,56mL/min, que com o

make-up atingia o fluxo total de 50,90mL/min. Para HS, o volume injetado foi de 1000µL.

O espectrômetro de massas com fonte de ionização por impacto de elétrons (EI-70eV),

e analisador de massas quadrupolo, foi operado no modo SCAN para identificação e SIM

para quantificação dos compostos. Os fragmentos característicos de cada um dos BTEX

estão listados na Tabela 3.2. A temperatura da interface foi de 250°C e da fonte de íons

200°C. As corridas foram gerenciadas pelo software Shimadzu GCMSsolution.

Tabela 3.2 – Íons característicos dos BTEX.

Composto Íon Principal Íons Secundários

Benzeno 78 77 e 52

Tolueno 91 92 e 65

Etilbenzeno 91 106 e 77

m,p-Xilenos 91 106 e 77

o-Xileno 91 106 e 77

3.9. Extração

3.9.1. Metodologia HS-GC-FID

Inicialmente as soluções/amostras de 10,0mL foram acondicionadas em frascos de

headspace de 20,0mL de capacidade, juntamente com 2,50g de cloreto de sódio. O frasco

vedado foi agitado manualmente por um minuto e mantido envolto em um bloco de

alumínio aquecido em forno a 80°C por 30 minutos. Após este período de extração foram

recolhidos 1,00mL do ar confinado no frasco, por meio de uma seringa do tipo gastight

previamente lavada com metanol e aquecida a 80°C por 5 minutos, e em seguida injetado

no cromatógrafo. A quantificação dos compostos BTEX nas amostras foi obtida através do

método de padronização interna, onde o bromobenzeno (50µg/L) foi adicionado como PI,

antes da etapa de extração.

3.9.2. Metodologia HS-GC-MS

Inicialmente as soluções/amostras de 10,0mL foram acondicionadas em frascos de

headspace de 20,0mL de capacidade, juntamente com 2,50 g de cloreto de sódio. O frasco

vedado foi agitado vigorosamente por um minuto e mantido envolto em um bloco de

alumínio aquecido em forno a 80°C por 30 minutos. Após este período de extração foram

recolhidos 1,00mL do ar confinado no frasco, por meio de uma seringa do tipo gastight

previamente lavada com metanol e aquecida a 80°C por 5 minutos, e em seguida injetado

no cromatógrafo. A quantificação dos compostos BTEX nas amostras foi obtida através do

método de padronização interna, onde o benzoato de etila (1,00mg/L) foi adicionado como

PI, antes da etapa de extração.

3.9.3. Metodologia HS-SPME-GC-MS

Inicialmente as soluções/amostras de 10,0mL foram acondicionadas em frascos de

headspace de 20,0mL de capacidade, juntamente com 2,50g de cloreto de sódio. O frasco

vedado foi agitado vigorosamente por um minuto e mantido envolto em um bloco de

alumínio aquecido em forno a 40°C. Inseriu-se a agulha do dispositivo de SPME no frasco

e expôs-se a fibra na fase headspace, no centro do vórtex e o mais próximo possível da

superfície líquida. O sistema permaneceu deste modo por 15 minutos. Após o tempo de

extração, a fibra foi reposicionada dentro da agulha e o dispositivo foi imediatamente

levado ao cromatógrafo para injeção onde ocorreu a dessorção dos analitos a 250°C

durante 4 minutos. A quantificação dos compostos BTEX em solução aquosa, nas amostras

foi obtida através do método de padronização interna, onde o benzoato de etila (200µg/L)

foi adicionado como PI, antes da etapa de extração.

4. Resultados e Discussão

4.1. Determinação das Condições Cromatográficas

Para o GC-FID inicialmente foram escolhidas três programações de temperaturas

descritas na literatura buscando-se a melhor resolução dos picos e o menor tempo de

corrida. O programa que apresentou melhor resultado foi o descrito por (Alonso et al.

2003): 45°C (durante 5 minutos), 10°C/min até 225°C, permanecendo nesta temperatura

por 1 minuto. Depois alterações no programa foram testadas a fim de se obter um

resultado satisfatório para a separação das substâncias de interesse. Testou-se também

variações no split entre 1:10 e 1:50 e no tempo de splitless entre 0,5 a 1,0min além de

splitless durante todo o tempo.

Diminui-se a temperatura inicial da coluna para 35°C (durante 10 minutos) fazendo

com isso que os compostos ficassem mais tempo retidos e melhorando a separação entre os

picos. Procurando-se diminuir o tempo de corrida, aumentou-se a taxa de aquecimento na

rampa de temperatura da coluna para 20°C/min. Assim, o tempo de corrida foi reduzido a

20,5 minutos, com cerca de 6 minutos para o equipamento estar apto a uma nova injeção

(Figura 4.1). O pico inicial que pode ser observado no cromatograma, refere-se ao co-

solvente metanol, com tempo de retenção de 0,85min. A razão de split que apresentou

melhor resultado foi de 1:30 com 0,5 minutos de splitless. Os tempos de retenção médios

de cada analito de interesse obtidos são apresentados na Tabela 4.1.

Figura 4.1 – Cromatograma padrão GC-FID para uma solução com concentração em

BTEX de 100µg/L.

Tabela 4.1 - Tempos de retenção médios para os compostos BTEX no GC-FID.

Analitos Tempo de Retenção (min)

Benzeno 1,7

Tolueno 3,2

Etilbenzeno 6,5

m,p-Xilenos 6,9

o-Xileno 8,4

Para o GC-MS partiu-se das condições do GC-FID com splitless o tempo todo. Depois

alterações no programa foram testadas a fim de se obter um resultado satisfatório para a

separação das substâncias de interesse. Operou-se inicialmente o modo scan com variação

de 43 a 150m/z para identificação dos compostos BTEX. As injeções passaram a ser feitas

no modo split a fim de diminuir a cauda dos picos. O tempo de corrida foi reduzido a 10,0

minutos, com cerca de 5 minutos para o equipamento estar apto a uma nova injeção

(Figura 4.2). Os tempos de retenção de cada composto na separação por GC-MS estão

apresentados na Tabela 4.2.

Figura 4.2 – Cromatograma padrão GC-MS para uma solução com concentração em BTEX

de 50µg/L.

Tabela 4.2 - Tempos de retenção médios para os compostos BTEX no GC-MS.

Analitos Tempo de Retenção (min)

Benzeno 1,9

Tolueno 3,0

Etilbenzeno 4,8

m,p-Xilenos 5,0

o-Xileno 5,6

4.2. Seleção dos Parâmetros para Desenvolvimento dos Métodos

A eficiência da extração por headspace e da microextração em fase sólida sofre a

influência de alguns fatores como a concentração salina da amostra, a temperatura, o nível

de agitação da amostra, o volume disponível para a fase headspace, o tempo de extração e

as condições de dessorção. A escolha correta do melhor conjunto de parâmetros de

trabalho leva a menores tempos de extração, boa sensibilidade e precisão.

4.2.1. Modo de Extração

Para a escolha do modo mais adequado à extração, direto ou headspace, devemos levar

em conta o tipo de amostra a ser trabalhada e os analitos que ela contém. Quando se trata

de amostras muito “sujas” ou aquelas que contêm substâncias que podem danificar a fibra,

o modo headspace é o mais apropriado, na condição dos analitos apresentarem boa

volatilidade. Para amostras que não apresentam tais incompatibilidades com o material da

fibra, tanto o modo headspace como o modo direto pode ser empregado. No caso

específico deste trabalho, devido à presença de cloreto de sódio adicionado nas amostras de

água, em níveis de concentração que poderiam afetar o desempenho da fibra, e também

devido à grande volatilidade dos analitos, optou-se pelo modo headspace de extração.

Além disso, o modo headspace leva a tempos de equilíbrio bem menores que no modo

direto (Zang e Pawliszyn 1993).

4.2.2. Recobrimento das Fibras

A escolha da fibra a ser utilizada na microextração é determinada pela massa molecular

e pela polaridade da espécie em estudo. Normalmente, os revestimentos mais seletivos, ou

seja, com grande afinidade pelo analito e os mais espessos, pela maior quantidade extraída,

proporcionam ao método alta sensibilidade (Leles 2005).

Levando-se em consideração as características dos compostos estudados, dois tipos de

fibras foram avaliados experimentalmente para a seleção da fibra que proporcionasse

maior extração: polidimetilssiloxano (100-PDMS) de 100µm de espessura de filme e a

carboxen/polidimetilssiloxano (75-CAR/PDMS) de 75µm de espessura de filme.

Devido à baixa concentração de BTEX em amostras ambientais, optou-se por aquela

que oferece maior capacidade de retenção de BTEX (Figura 4.3). Com base nestes

resultados, foi selecionada a fibra de CAR/PDMS de 75µm de espessura. A fibra 75-

CAR/PDMS foi condicionada por aquecimento no injetor do cromatógrafo a 300°C,

durante 60min.

Figura 4.3 – Comparação da eficiência de extração dos compostos BTEX de duas amostras

fortificadas (aproximadamente 100µg/L) analisadas nas mesmas condições

cromatográficas, utilizando duas diferentes fibras de SPME.

50000

100000

150000

200000

250000

300000

350000

400000

450000

Tolueno

Eti

benze

o-X

Área do Pico

PDMS

CAR/PDMS

4.2.3. Agitação

A agitação facilita a transferência de massa entre o headspace e a amostra aquosa. A

agitação da amostra aumenta a difusão dos analitos na fibra (fase estacionária) e reduz o

tempo de extração. Se a agitação da amostra fosse perfeita, todos os analitos presentes na

matriz teriam acesso ao filme extrator e a extração seria rápida. Contudo, na prática,

independente da velocidade de agitação, o fluido em contato com a superfície da fibra é

estacionário, dificultando o acesso dos analitos à fibra e, conseqüentemente, afetando o

tempo de extração (Pawliszyn 1997).

A agitação magnética, por sua simplicidade, é a mais comumente utilizada. Contudo

em uma tentativa de uso as barras de agitação magnéticas de 6mm recobertas com teflon

não foram bem sucedidas, pois a camada de teflon sempre rompeu permitido o contato do

líquido com o metal da barra. Outras técnicas demandam dispositivos mais complexos:

vibração da fibra, usada em injetor automático desenvolvido pela Varian; movimentação

circular do frasco; e sonicação, que diminui o tempo de equilíbrio, mas pode adulterar a

amostra.

Sendo assim optou-se para este trabalho pela agitação manual durante um minuto antes

da extração.

4.2.4. Tempo

Por ser um processo de partição, a quantidade máxima extraída é obtida quando o

equilíbrio é estabelecido entre o analito e a fase estacionária. O tempo de extração é

definido como o tempo necessário para que o equilíbrio entre as fases seja estabelecido.

Para compostos que possuem coeficiente de partição menor, o tempo necessário para

estabelecer o equilíbrio é longo. Neste caso, sugere-se que um tempo de extração menor do

que o tempo de equilíbrio deve ser selecionado. O tempo de exposição da fibra na amostra

deve ser preciso para se obter dados reprodutíveis (Pawliszyn 1997).

4.2.5. Temperatura

Em HS, é recomendado o uso de altas temperaturas, devido à melhor transferência de

massa. Em SPME, a influência da temperatura na partição do analito entre a fase

estacionária e a amostra pode ser descrita em termos cinéticos e termodinâmicos.

Teoricamente a quantidade extraída aumenta com a temperatura, devido à melhor

transferência de massa; contudo, para um processo exotérmico o aumento de temperatura

diminui o valor do coeficiente de partição entre a fibra/analito. Portanto, diminuindo-se a

temperatura aumenta-se a quantidade de analito extraída. Existe assim um máximo de

quantidade extraída que varia com a temperatura e com as características do sistema de

extração (amostra/fibra) (Pawliszyn 1997).

4.2.6. Salinidade

O efeito da força iônica pode aumentar ou diminuir a quantidade extraída, dependendo

do composto e da concentração do sal. Em geral a força iônica reduz ou aumenta a

solubilidade do analito na matriz de acordo com a polaridade do mesmo (Ferreira 2006).

A solubilidade em água de compostos orgânicos pouco polares é significativamente

reduzida com adição de sais inorgânicos como, por exemplo, o cloreto de sódio.

4.2.7. Fração de Fase

A relação do volume de amostra/volume de headspace é um parâmetro importante que

afeta a eficiência da extração. Utilizando-se um frasco de 20,0mL, testaram-se razões

diferentes entre o volume de amostra e o volume de headspace. Em uma fração de 75% se

têm 15,0mL de fase líquida e 5,00mL na fase de headspace, enquanto que em uma fração

de 50% tem-se 10mL em cada fase.

4.3. Otimização Multivariada das Metodologias

4.3.1. Planejamento Fatorial para as Metodologias HS-GC-FID

e HS-GC-MS

O planejamento fatorial realizado foi completo e incluiu ponto central em triplicata,

para determinação do erro experimental. No total foram realizadas 19 corridas que

correspondem ao planejamento fatorial completo com quatro fatores (2

4-0

) e mais três

replicas no ponto central. A Tabela 4.3 apresenta a matriz dos experimentos e os vetores de

resposta (áreas) obtidos. As amostras foram agitas manualmente por um minuto antes da

extração e apresentavam concentração de BTEX em 100µg/L.

A análise dos efeitos dos fatores sobre os BTEX está apresentada na Tabela 4.4.

Verifica-se que apenas o fator temperatura apresentou efeito principal significativo ao

nível de 95% de confiança (p<0,05), em negrito na tabela, sobre os BTEX e o fator sal

apresentou efeito principal significativo ao nível de 95% de confiança (p<0,05) sobre o

benzeno.

Com os resultados obtidos, utilizando o programa Statistica

, foram gerados os

diagramas de pareto (Figuras 4.4 a 4.8) e as superfícies de resposta (Figura 4.9 a 4.13).

Pelo gráfico de pareto observa-se que a influencia do fator temperatura é muito

superior aos demais fatores para todos os BTEX. O efeito do fator fração de fase é

negativo para o benzeno, tolueno, etilbenzeno e o-xileno indicando que o nível alto deste

fator (75% de fase líquida) prejudica a extração destes compostos.

Analisando as superfícies de resposta para os fatores mais significativos verifica-se que

foram obtidos planos. Esses resultados indicam uma forte tendência de o modelo ser linear

na região investigada. Observa-se que para se obter maiores concentrações de BTEX

devem-se usar maiores valores de temperatura e sal.

Deste modo, a condição que proporcionou a resposta mais satisfatória foi: temperatura

de 80°C, tempo de 30 minutos, 2,50g de cloreto de sódio e fração de fase de 50%, ou seja,

10,0mL de amostra e 10,0mL de headspace.

Tabela 4.3 - Matriz para o planejamento fatorial com quatro fatores em dois níveis (2

4-0

Ensaio

Fatores Área dos picos Cromatográficos

Sal

(g)

Tempo

(min)

Temperatura

(°C)

Fração de Fase

(%)

Benzeno Tolueno Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

0,00 10 40 50,00 2095 1601 266 1961 160

2,50 10 40 50,00 3490 2614 364 3543 299

0,00 30 40 50,00 4791 4854 1039 8163 855

2,50 30 40 50,00 12147 13857 3140 25524 2498

0,00 10 80 50,00 7611 --- --- --- ---

2,50 10 80 50,00 13955 15818 3338 6634 2878

0,00 30 80 50,00 3598 3335 629 5000 392

2,50 30 80 50,00 6161 5095 788 6696 462

0,00 10 40 75,00 1722 1106 126 1025 0

2,50 10 40 75,00 7778 7592 1478 12380 1005

0,00 30 40 75,00 3558 3187 559 4357 380

Tabela 4.3 - Matriz para o planejamento fatorial com quatro fatores em dois níveis (2

4-0

) (continuação).

Ensaio

Fatores Área dos picos Cromatográficos

Sal

(g)

Tempo

(min)

Temperatura

(°C)

Fração de Fase

(%)

Benzeno Tolueno Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

2,50 30 40 75,00 23409 28228 6466 53208 4899

0,00 10 80 75,00 12623 13601 2758 22610 2182

2,50 10 80 75,00 20314 24646 5755 48235 4464

0,00 30 80 75,00 6879 7366 1560 12873 1048

2,50 30 80 75,00 9564 11051 2603 21220 3402

17(C)

1,25 20 60 62,50 9353 10710 2460 19925 1926

18(C)

1,25 20 60 62,50 2095 1601 266 1961 160

19(C)

1,25 20 60 62,50 3490 2614 364 3543 299

Tabela 4.4 – Estimativa dos efeitos e nível de significância para os valores estudados.

Fator

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor

(1)NaCl (g)

4751,25 0,045992

5705,25 0,058188 1338,75 0,078796 11566,0 0,067841 1033,50 0,344157

(2)Tempo (min) 2955,50 0,107424

3507,25 0,135188 709,50 0,217968 863,3 0,811287 635,75 0,528661

(3)Temperatura (°C)

10160,50

0,010624

12810,50 0,012398 2952,00 0,017855 18949,0 0,026969

2427,75 0,102009

(4)Fração de Fase (%) -3899,25 0,066117

-2062,25 0,288421 -132,25 0,772256 4362,0 0,303368 -244,50 0,798676

1 by 2

-8628,25 0,014643

-7637,25 0,033754

-1352,75 0,077357 -11049,0 0,073638 -1036,75 0,342984

1 by 3 -3689,25 0,073030

-1001,00 0,558834 286,75 0,547705 2269,7 0,549033 217,75 0,819946

1 by 4 4289,00 0,055584

5377,75 0,064796 1265,00 0,087051 10315,8 0,083161 935,50 0,381843

2 by 3

8942,50 0,013652

8000,00 0,030899

1412,50 0,071622 6475,5 0,178353 1166,50 0,299857

2 by 4 -1527,75 0,284808

-1732,25 0,352039 -290,75 0,542708 2884,0 0,459753 -256,25 0,789420

3 by 4 0,75 0,999498

323,00 0,843334 177,25 0,700877 6878,3 0,162746 88,75 0,925601

1*2*3 -3913,25 0,065691

-4680,50 0,083019 -1025,75 0,124243 -8221,3 0,122459 -793,00 0,445330

1*2*4

6461,50 0,025671

5319,75 0,066079 923,50 0,147160 7657,3 0,137473 711,25 0,486834

1*3*4

8420,00 0,015359

7961,00 0,031189

1561,50 0,059746 13086,5 0,054174 1213,75 0,285822

2*3*4

-7385,25 0,019829

-6359,00 0,047635

-1087,25 0,112805 -3582,8 0,376476 -862,50 0,413012

Figura 4.4 – Diagrama de pareto para benzeno (HS).

Figura 4.5 – Diagrama de pareto para tolueno (HS).

Figura 4.6 – Diagrama de pareto para etilbenzeno (HS).

Figura 4.7 – Diagrama de pareto para m,p-xilenos (HS).

Figura 4.8 – Diagrama de pareto para o-xileno (HS).

Figura 4.9 – Superfície de resposta para o benzeno (HS).

Figura 4.10 – Superfície de resposta para o tolueno (HS).

Figura 4.11 – Superfície de resposta para o etilbenzeno (HS).

Figura 4.12 – Superfície de resposta para o m,p-xilenos (HS).

Figura 4.13 – Superfície de resposta para o o-xileno (HS).

4.3.2. Planejamento Fatorial para a Metodologia HS-SPME-GC-

Foi realizado um planejamento fatorial fracionário do tipo 2

6-1

para verificar a

significância dos fatores dentro dos seus respectivos domínios incluindo ponto central em

triplicata, para determinação do erro experimental. No total foram realizadas 35 corridas

que correspondem ao planejamento fatorial fracionário com seis fatores e mais três replicas

no ponto central. A Tabela 4.5 apresenta a matriz dos experimentos e os vetores de

resposta (áreas) obtidos. As amostras foram agitadas manualmente por um minuto antes da

extração e apresentavam concentração de BTEX em 100µg/L. A análise dos efeitos dos

fatores sobre os BTEX está apresentada na Tabela 4.6.

Com os resultados obtidos, utilizando o programa Statistica

, foram gerados os

diagramas de pareto (Figura 4.14 a 4.17) e as superfícies de resposta (Figura 4.18 a 4.21).

Tabela 4.5 - Matriz para o planejamento fatorial fracionário com seis fatores em dois níveis (2

6-1

Ensaio

Fatores Área dos picos Cromatográficos

Sal

(g)

Tempo

(min)

Tempo

(min)

Temp.

(°C)

Temp.

(°C)

Fração de

Fase

(%)

Benzeno

Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos

o-Xileno

0,00

10,0

2,00

26,0

250

63468

63051

11015

97593

7421

2,50

10,0

2,00

26,0

250

134397

158260

33207

293618

23881

0,00

30,0

2,00

26,0

250

80724

77705

13444

117590

9431

2,50

30,0

2,00

26,0

250

201761

221915

41410

393420

50263

0,00

10,0

4,00

26,0

250

62370

59722

10715

95545

7051

2,50

10,0

4,00

26,0

250

182729

208031

39947

372790

33557

0,00

30,0

4,00

26,0

250

91377

79418

12614

108497

9234

2,50

30,0

4,00

26,0

250

145532

165302

32354

287777

20735

0,00

10,0

2,00

40,0

250

73933

73066

13664

119277

8861

2,50

10,0

2,00

40,0

250

177033

196703

37666

355606

38130

Tabela 4.5 - Matriz para o planejamento fatorial fracionário com seis fatores em dois níveis (2

6-1

) (continuação).

Ensaio

Fatores Área dos picos Cromatográficos

Sal

(g)

Tempo

(min)

Tempo

(min)

Temp.

(°C)

Temp.

(°C)

Fração de

Fase

(%)

Benzeno

Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos

o-Xileno

0,00

30,0

2,00

40,0

250

98761

86239

13443

120733

10535

2,50

30,0

2,00

40,0

250

169559

191022

36515

338619

29275

0,00

10,0

4,00

40,0

250

72742

64724

10808

96075

8051

2,50

10,0

4,00

40,0

250

108114

125554

25566

233634

17192

0,00

30,0

4,00

40,0

250

81691

70028

11104

103262

9006

2,50

30,0

4,00

40,0

250

140906

150545

27765

266490

28775

0,00

10,0

2,00

26,0

280

48335

50218

10315

85154

6393

2,50

10,0

2,00

26,0

280

127008

137228

26259

242799

20994

0,00

30,0

2,00

26,0

280

36778

20676

2468

20308

2260

2,50

30,0

2,00

26,0

280

107925

128302

29129

247227

19352

Tabela 4.5 - Matriz para o planejamento fatorial fracionário com seis fatores em dois níveis (2

6-1

) (continuação).

Ensaio

Fatores Área dos picos Cromatográficos

Sal

(g)

Tempo

(min)

Tempo

(min)

Temp.

(°C)

Temp.

(°C)

Fração de

Fase

(%)

Benzeno

Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos

o-Xileno

0,00

10,0

4,00

26,0

280

54383

54354

11349

92230

7506

2,50

10,0

4,00

26,0

280

91262

111605

25899

219714

16858

0,00

30,0

4,00

26,0

280

54590

51446

10248

83986

7160

2,50

30,0

4,00

26,0

280

113837

119424

24265

211103

19547

0,00

10,0

2,00

40,0

280

77801

35726

5079

42763

4202

2,50

10,0

2,00

40,0

280

91104

110372

24659

211740

16909

0,00

30,0

2,00

40,0

280

73492

54114

8253

69069

6993

2,50

30,0

2,00

40,0

280

105082

104303

18484

174873

15792

0,00

10,0

4,00

40,0

280

31232

23226

3385

29560

2689

2,50

10,0

4,00

40,0

280

296912

332188

67257

600066

62716

Tabela 4.5 - Matriz para o planejamento fatorial fracionário com seis fatores em dois níveis (2

6-1

) (continuação).

Ensaio

Fatores Área dos picos Cromatográficos

Sal

(g)

Tempo

(min)

Tempo

(min)

Temp.

(°C)

Temp.

(°C)

Fração de

Fase

(%)

Benzeno

Tolueno

Etilbenzeno

m,p-Xilenos

o-Xileno

0,00

30,0

4,00

40,0

280

136319

93522

11398

103862

10863

2,50

30,0

4,00

40,0

280

211645

265669

57920

513118

42785

33(C)

1,25

20,0

3,00

33,0

265

62,50

186840

223935

46393

424341

31939

34(C)

1,25

20,0

3,00

33,0

265

62,50

180646

219432

44322

410330

29794

35(C)

1,25

20,0

3,00

33,0

265

62,50

174046

210817

41358

374500

27955

A – adsorção, D – dessorção.

Tabela 4.6 – Estimativa dos efeitos e nível de significância para os valores estudados.

Fator

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor

(1)Sal(g)

79175,6 0,000815 110574,3 0,000454 24312,50 0,001352 223568,1 0,001648 21194,06 0,001105

(2)Tempo A (min)

9822,3 0,049160

4725,1 0,182820 -373,50 0,716897 -1764,4 0,863992 599,69 0,484556

(3)Tempo D (min)

13030,0 0,028841 16616,1 0,019528

3599,00 0,056607 30457,5 0,078666 2064,56 0,099498

(4)Temp. A (min)

21865,6 0,010534 16896,5 0,018903

2395,50 0,115774 25587,3 0,106391

3195,69 0,045378

(5)Temp. D (min)

-14212,0 0,024410 -18682,0 0,015542

-2179,38 0,135192 -28309,6 0,089441 -3023,69 0,050293

(6)F. de Fase (%)

-25687,0 0,007666 -15777,2 0,021591

-928,13 0,408547 -15644,9 0,227296

-5329,69 0,017050

1 by 2

-11361,3 0,037430

-8907,5 0,063410 -1203,75 0,310744 -10403,1 0,370836 -1063,81 0,270345

1 by 3 9103,5 0,056556

12160,5 0,035565

3106,50 0,073879 25391,3 0,107783 1381,56 0,189093

1 by 4 2622,4 0,366041

11389,6 0,040245

3024,75 0,077468 27625,0 0,093320 2602,69 0,066168

1 by 5 -195,0 0,939157 5151,9 0,160371 2109,63 0,142428 13145,4 0,284961 -333,19 0,683035

1 by 6

-10029,3 0,047292 -11004,1 0,042932

-1297,37 0,284108 -18317,6 0,181393

-5018,69 0,019166

2 by 3 -303,1 0,905667 -2731,4 0,366129 -533,75 0,611338 -5925,5 0,581305 -1539,06 0,160707

2 by 4 1250,8 0,635865 2010,2 0,483506 -26,75 0,978864 1927,5 0,851683 -1190,44 0,233348

2 by 5 -7118,4 0,087876 -6907,7 0,099346 -1131,12 0,333537 -10795,6 0,356812 -2289,06 0,083184

2 by 6

25729,1 0,007641 31720,5 0,005474 6818,12 0,016788 60815,1 0,021609 5013,19 0,019207

3 by 4

13569,5 0,026682 17622,8 0,017417

3581,00 0,057130 33715,9 0,065585

4357,94 0,025184

Tabela 4.6 – Estimativa dos efeitos e nível de significância para os valores estudados (continuação)

Fator

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor Efeitos p-valor

3 by 5

27301,9 0,006795 34695,8 0,004582 7285,37 0,014750 64505,8 0,019276 7589,06 0,008519

3 by 6

-12159,1 0,032911 -12929,5 0,031653

-2598,38 0,100936 -19919,7 0,159715 -1766,94 0,129073

4 by 5

26818,0 0,007040 26336,9 0,007912 4667,38 0,034839 42229,0 0,043325 4664,19 0,022091

4 by 6 -7411,3 0,081880 -3085,1 0,320684 -426,13 0,680843 -2128,8 0,836592 -339,56 0,677595

5 by 6 -4129,9 0,209435 2968,6 0,334866 1334,25 0,274402 12090,4 0,314807 2237,06 0,086602

1*2*3

-14932,1 0,022188 -12195,7 0,035370

-1980,25 0,157337 -18836,0 0,173964 -2617,06 0,065513

1*2*4

-11204,5 0,038425 -11147,4 0,041904

-2012,00 0,153486 -16746,5 0,206693 -2925,44 0,053457

1*2*5 -8291,9 0,067026 -7333,6 0,089601 -860,62 0,437601 -9036,4 0,424834 -2247,06 0,085930

1*2*6

28255,9 0,006348 33587,9 0,004887 6405,88 0,018955 58361,1 0,023400 4777,69 0,021086

1*3*4

17996,8 0,015434 21489,6 0,011813 5009,50 0,030450 43552,9 0,040888 5036,44 0,019035

1*3*5

21198,9 0,011195 23697,9 0,009745 5211,63 0,028231 46486,0 0,036158 6179,56 0,012766

1*3*6 3417,6 0,269932 4196,4 0,216922 450,12 0,664839 4830,8 0,648160 359,06 0,661155

1*4*5

14871,8 0,022363 24370,2 0,009222 5604,38 0,024553 49297,2 0,032344 4900,19 0,020076

1*4*6 8249,8 0,067645 7086,0 0,095092 1023,63 0,371058 11110,2 0,346019 874,94 0,340394

1*5*6 4620,4 0,177834 4514,0 0,195512 1226,75 0,303924 12611,6 0,299602 2325,06 0,080930

A – adsorção, D – dessorção.

Figura 4.14 – Diagrama de pareto para benzeno (SPME).

Figura 4.15 – Diagrama de pareto para tolueno (SPME).

Figura 4.16 – Diagrama de pareto para etilbenzeno (SPME).

Figura 4.17 – Diagrama de pareto para m,p-xilenos (SPME).

Figura 4.18 – Diagrama de pareto para o-xileno (SPME).

Figura 4.19 – Superfície de resposta para o benzeno (SPME).

Figura 4.20 – Superfície de resposta para o tolueno (SPME).

Figura 4.21 – Superfície de resposta para o etilbenzeno (SPME).

Figura 4.22 – Superfície de resposta para o m,p-xilenos (SPME).

Figura 4.23 – Superfície de resposta para o o-xileno (SPME).

Nos diagramas de pareto pode-se visualizar a importância de cada parâmetro estudado,

bem como suas interações. A linha pontilhada indica a região acima da qual os efeitos

foram significativos (com limite de confiança de 95%). Como pode ser observado o uso de

cloreto de sódio é o fator mais significativo para os BTEX, com um efeito positivo sobre a

extração, aumentando a quantidade de BTEX extraída.

As temperaturas de adsorção e de dessorção apresentaram efeitos significativos para

benzeno, tolueno e o-xileno. Para a temperatura de dessorção o efeito foi negativo e a

temperatura de adsorção apresenta efeito positivo sobre a extração. O aumento da

temperatura em SPME atua de dois modos na extração, aumentando a difusão dos analitos

e, como conseqüência, aumentando a extração e diminuindo o coeficiente de partição do

analito entre a fibra e a matriz, diminuindo a extração.

Os tempos de adsorção e de dessorção apresentaram efeitos significativos apenas para

benzeno e tolueno. Atuam de maneira positiva, ou seja, o aumento do tempo produz um

aumento na extração concordando, assim, com dados da literatura, pois a SPME baseia-se

na partição do analito entre duas fases requerendo, portanto, tempo necessário para que

haja sorção do analito na fibra.

O efeito do fator fração de fase é negativo para todos os BTEX indicando que o nível

alto deste fator (75% de fase líquida) prejudica a extração destes compostos.

Analisando as superfícies de resposta para os fatores mais significativos verifica-se que

foram obtidos planos. Essas análises indicam uma forte tendência de o modelo ser linear na

região investigada. Observa-se que para se obter maiores concentrações de BTEX deve-se

usar maiores concentrações de sal e menores volumes de amostra (fração de fase de 50%).

Deste modo, a condição que proporcionou a resposta mais satisfatória foi: temperatura

de adsorção de 40°C, temperatura de dessorção de 250°C, tempo de adsorção de 30

minutos, tempo de dessorção de 4 minutos, 2,50g de cloreto de sódio e fração de fase de

50%, ou seja, volume de 10,0mL de amostra. Como o tempo de adsorção não foi

significativo, para que as análises não demorassem muito se baixou o tempo de adsorção

para 15 minutos.

4.4. Validação das Metodologias

Para garantir que as três metodologias gerassem informações confiáveis e

interpretáveis sobre a amostra, os métodos foram submetidos a uma validação. Neste

trabalho foram avaliados a seletividade, a linearidade, os limites de detecção e

quantificação, a precisão, a exatidão e a robustez dos métodos.

4.4.1. Seletividade

A seletividade pode ser obtida de várias maneiras. Uma forma de se avaliar a

seletividade é comparando a matriz isenta da substância de interesse e a matriz adicionada

com esta substância (padrão), sendo que, nesse caso, nenhum interferente deve eluir no

tempo de retenção da substância de interesse, que deve estar bem separada dos demais

compostos presentes na amostra (Ribani et al. 2004).

Assim, para a metodologia HS-GC-FID, foram realizadas duas corridas, na primeira

injetou-se a matriz (amostra do Ribeirão Tripuí) isenta das substâncias de interesse (Figura

4.24) e na segunda injetou-se a matriz (amostra do Ribeirão Tripuí) fortificada em 100µg/L

de BTEX (Figura 4.25).

Figura 4.24 – Cromatograma GC-FID para a matriz isenta de BTEX.

Figura 4.25 – Cromatograma GC-FID para a matriz fortificada em 100µg/L de BTEX.

Foi verificado, pelos cromatogramas obtidos e apresentados nas figuras 4.24 e 4.25,

que a matriz não apresenta interferentes eluídos no mesmo tempo de retenção dos BTEX

analisados. Portanto, como não há interferência da matriz na determinação dos BTEX, a

metodologia HS-GC-FID é seletiva.

As análises dos BTEX pelas metodologias HS-GC-MS e HS-SPME-GC-MS foram

feitas no modo de monitoramento de íons selecionados (SIM – Selected Ion Monitoring).

Nesse caso, apenas fragmentos específicos de um ou mais compostos foram selecionados e

detectados pelo analisador de massas, o que torna as metodologias extremamente seletivas.

4.4.2. Linearidade

A linearidade é determinada por intermédio de gráficos de calibração, seguidos de

tratamento estatístico. A variável independente (eixo horizontal ou x) relaciona-se às várias

concentrações preparadas do padrão analítico da substância de interesse, e a dependente

(eixo vertical ou y), ao sinal analítico obtido para cada concentração do padrão. Uma

variação deste procedimento consiste em adicionar um padrão interno a cada solução do

padrão analítico, de forma a corrigir desvios durante o procedimento analítico (Lanças

2004b).

O número mínimo de pontos geralmente aceitos nos gráficos de calibração varia entre

5 pontos e 6 pontos (Lanças 2004b). Nesse trabalho usou-se 6 pontos para a metodologia

HS-GC-FID e 7 pontos para as demais.

No estudo da linearidade da metodologia HS-GC-FID para o benzeno foram

empregadas amostras fortificadas com 0,88; 1,76; 4,40; 8,80; 17,60 e 44,00µg/L, para o

tolueno foram empregadas amostras a 0,92; 1,84; 4,60; 9,20; 18,40 e 46,00µg/L, para o

etilbenzeno foram empregadas amostras a 4,68; 11,70; 23,40; 46,80; 117,00 e 234,00µg/L,

para os m,p-xilenos foram empregadas amostras a 1,56; 3,12; 7,81; 15,62; 31,24 e

78,10µg/L e para o o-xileno foram empregadas amostras a 1,35; 2,71; 6,77; 13,54; 27,08 e

67,70µg/L. As amostras fortificadas foram analisadas em sete replicatas. Foi adicionada a

cada amostra bromobenzeno (PI) em 50,00µg/L. Após a análise cromatográfica, as curvas

analíticas foram construídas relacionando as concentrações dos BTEX (µg/L) com as

razões de áreas dos picos no cromatograma (Figura 4.26). Os respectivos coeficientes de

regressão linear das curvas analíticas dos BTEX estão apresentados na Tabela 4.7.

Benzeno

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0.3

0.35

0 10 20 30 40 50

Conc (ug/L)

Razão de área

Tolueno

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0 10 20 30 40 50

Conc (ug/L)

Razão de área

Etilbenzeno

0.5

1.5

2.5

0 50 100 150 200 250

Conc (ug/L)

Razão de área

m,p-Xilenos

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0 20 40 60 80 100

Conc (ug/L)

Razão de área

o-Xileno

0.2

0.4

0.6

0.8

0 20 40 60 80

Conc (ug/L)

Razão de área

Figura 4.26 - Curvas analíticas dos BTEX para a metodologia HS-GC-FID.

Tabela 4.7 – Parâmetros das equações de regressão linear das curvas analíticas dos BTEX

(y = ax + b) para a metodologia HS-GC-FID.

Parâmetros

de Regressão

Metodologia HS-GC-FID

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

0,0074 0,0081 0,0094 0,0087 0,0125

0,0074 0,0073 0,0327 0,0084 0,0138

0,9995 0,9992 0,9985 0,9980 0,9940

a – coeficiente angular, b – coeficiente linear, r

– coeficiente de determinação.

No estudo da linearidade da metodologia HS-GC-MS para o benzeno foram

empregadas amostras fortificadas com 0,44; 0,88; 1,76; 4,40; 8,80; 17,60 e 44,00µg/L,

para o tolueno foram empregadas amostras a 0,46; 0,92; 1,84; 4,60; 9,20; 18,40 e

46,00µg/L, para o etilbenzeno foram empregadas amostras a 0,12; 0,23; 0,47; 1,17; 2,34;

4,68; 11,70µg/L, para os m,p-xilenos foram empregadas amostras a 0,78; 1,56; 3,12; 7,81;

15,62; 31,24 e 78,10µg/L e para o o-xileno foram empregadas amostras a 0,07; 0,14; 0,27;

0,68; 1,35; 2,71; 6,77µg/L. As amostras fortificadas foram analisadas em sete replicatas.

Foi adicionada a cada amostra benzoato de etila (PI) em 1,00mg/L. Após a análise

cromatográfica, as curvas analíticas foram construídas relacionando as concentrações dos

BTEX (µg/L) com as áreas dos picos no cromatograma (Figura 4.27).

Benzeno

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0.3

0.35

0 10 20 30 40 50

Conc (ug/L)

Razão de área

Tolueno

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0.3

0.35

0.4

0 10 20 30 40 50

Conc (ug/L)

Razão de área

Etilbenzeno

0.02

0.04

0.06

0.08

0.1

0 5 10 15

Conc (ug/L)

Razão de área

m,p-Xilenos

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0 20 40 60 80 100

Conc (ug/L)

Razão de área

o-Xileno

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0 2 4 6 8

Conc (ug/L)

Razão de área

Figura 4.27 - Curvas analíticas dos BTEX para a metodologia HS-GC-MS.

Os respectivos coeficientes de regressão linear das curvas analíticas dos BTEX estão

apresentados na Tabela 4.8.

Tabela 4.8 - Parâmetros das equações de regressão linear das curvas analíticas dos BTEX

(y = ax + b) para a metodologia HS-GC-MS.

Parâmetros

de Regressão

Metodologia HS-GC-MS

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

0,0072 0,0075 0,0071 0,0068 0,0079

0,0023 0,0072 0,0013 0,0041 0,0005

0,9978 0,9961 0,9967 0,9973 0,9977

a – coeficiente angular, b – coeficiente linear, r

– coeficiente de determinação.

No estudo da linearidade da metodologia HS-SPME-GC-MS para o benzeno foram

empregadas amostras fortificadas com 0,44; 0,88; 1,77; 4,43; 8,86; 17,72 e 44,30µg/L,

para o tolueno foram empregadas amostras a 0,47; 0,94; 1,89; 4,71; 9,43; 18,86 e

47,15µg/L, para o etilbenzeno foram empregadas amostras a 0,12; 0,24; 0,48; 1,20; 2,40;

4,81; 12,02µg/L, para os m,p-xilenos foram empregadas amostras a 0,80; 1,60; 3,20; 8,00;

16,01; 32,02 e 80,06µg/L e para o o-xileno foram empregadas amostras a 0,07; 0,14; 0,28;

0,69; 1,39; 2,78; 6,94µg/L. As amostras fortificadas foram analisadas em sete replicatas.

Foi adicionada a cada amostra benzoato de etila (PI) em 200µg/L. Após a análise

cromatográfica, as curvas analíticas foram construídas relacionando as concentrações dos

BTEXs (µg/L) com as áreas dos picos no cromatograma (Figura 4.28). Os respectivos

coeficientes de regressão linear das curvas analíticas dos BTEX estão apresentados na

Tabela 4.9.

Benzeno

0 10 20 30 40 50

Conc (ug/L)

Razão de área

Tolueno

0 10 20 30 40 50

Conc (ug/L)

Razão de área

Etilbenzeno

0.2

0.4

0.6

0.8

1.2

0 5 10 15

Conc (ug/L)

Razão de área

m,p-Xilenos

0 20 40 60 80 100

Conc (ug/L)

Razão de área

o-Xileno

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0 2 4 6 8

Conc (ug/L)

Razão de área

Figura 4.28 - Curvas analíticas dos BTEX para a metodologia HS-SPME-GC-MS.

Tabela 4.9 – Parâmetros das equações de regressão linear das curvas analíticas dos BTEX

(y = ax + b) para a metodologia HS-SPME-GC-MS.

Parâmetros

de Regressão

Metodologia HS-SPME-GC-MS

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

0,1699 0,1091 0,0852 0,0924 0,0804

0,0666 0,0858 0,0055 0,0943 0,0069

0,9992 0,9990 0,9995 0,9991 0,9993

a – coeficiente angular, b – coeficiente linear, r

– coeficiente de determinação.

Os resultados apresentados nas Tabelas 4.7, 4.8 e 4.9 indicam que existe uma boa

resposta linear dos métodos HS-GC-FID, HS-GC-MS e HS-SPME-GC-MS para todos os

BTEX (valores do coeficiente de determinação, r

, maiores que 0,99). Desta forma, pode-

se dizer que as curvas analíticas descrevem com grande precisão os dados experimentais.

4.4.3. Detectabilidade

O LOD pode ser calculado de três maneiras diferentes: método visual, método relação

sinal-ruído e método baseado em parâmetros da curva analítica (Ribani et al. 2004).

Os mesmos critérios de LOD podem ser adotados para o LOQ, utilizando a relação

10:1 (Ribani et al. 2004), ou seja, o LOQ pode ser calculado utilizando o método visual, a

relação sinal-ruído ou método baseado em parâmetros da curva analítica.

Os limites de detecção e quantificação das metodologias avaliadas foram determinados

pelo método da relação sinal/ruído dos compostos nos cromatogramas das soluções com as

menores concentrações de BTEX utilizadas nas curvas analíticas.

Os limites de detecção e de quantificação para os BTEX estão apresentados nas

Tabelas 4.10, 4.11 e 4.12.

Tabela 4.10 – Limites de detecção (LOD) e quantificação (LOQ) dos BTEX para a

metodologia HS-GC-FID.

Limite (µ

µµ

µg/L)

Metodologia HS-GC-FID

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

LOD

0,088 0,092 0,702 0,617 0,542

LOQ

0,293 0,306 2,340 2,057 1,807

Tabela 4.11 – Limites de detecção (LOD) e quantificação (LOQ) dos BTEX para a

metodologia HS-GC-MS.

Limite (µ

µµ

µg/L)

Metodologia HS-GC-MS

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

LOD

0,0023 0,0042 0,0027 0,0061 0,0071

LOQ

0,0078 0,0140 0,0089 0,0203 0,0235

Tabela 4.12 – Limites de detecção (LOD) e quantificação (LOQ) dos BTEX para a

metodologia HS-SPME-GC-MS.

Limite (µ

µµ

µg/L)

Metodologia HS-SPME-GC-MS

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

LOD

0,097 0,089 0,310 0,052 0,024

LOQ

0,325 0,297 1,032 0,173 0,082

As menores concentrações de BTEX foram detectadas empregando a metodologia HS-

GC-MS e os resultados variaram entre 0,002µg/L e 0,007µg/L. Os limites de detecção para

os BTEX encontrados com essa metodologia foram inferiores aos encontrados por outros

autores empregando a mesma técnica ((Nogueira 2006), (Serrano e Gallego 2004) e (Wang

et al. 2002)). Com relação à metodologia empregando HS-GC-FID as concentrações

limites de BTEX detectadas estiveram entre 0,088µg/L e 0,702µg/L. Esses resultados são

inferiores aos obtidos em outras pesquisas semelhantes utilizando a mesma metodologia

para alguns dos BTEX avaliados ((Menéndez et al. 2000), (Alonso et al. 2003) e (Lacorte

et al. 2002)). Com a metodologia HS-SPME-GC-MS foi possível a detecção de BTEX em

concentrações muito pequenas. Os valores encontrados nesse trabalho, entre 0,024µg/L e

0,310µg/L, são inferiores com relação a todos os BTEX aos encontrados por Wang et al.

2002, empregando a mesma técnica. Lee et al. 2007, encontraram limites de detecção

inferiores aos encontrados nesse trabalho para todos os BTEX, no entanto, eles utilizaram a

técnica de pré-concentração por criogenia acoplada ao HS-SPME-GC-MS e, com isso, foi

possível a detecção de concentrações abaixo de 0,5ng./L.

4.4.4. Precisão

A precisão pode ser determinada em condições de repetibilidade ou em condições de

reprodutibilidade. Nesse trabalho optou-se por avaliar a precisão em termos de

repetibilidade, onde os resultados independentes são obtidos usando o mesmo método para

a mesma amostra no mesmo laboratório, pelo mesmo operador usando o mesmo

equipamento em um curto intervalo de tempo (Lanças 2004b).

Em cromatografia a precisão é sempre determinada por intermédio da injeção de

padrões analíticos, não de amostras desconhecidas. Pelo menos cinco replicatas

(idealmente mais) devem ser injetadas para determinar a precisão (Lanças 2004b).

A precisão das medidas foi avaliada através do software Validate

, desenvolvido por

Vitor Hugo Polisél, disponível no livro “Validação de Métodos Cromatográficos de

Análise” (Lanças 2004b), para as medidas de sete replicatas de uma solução padrão de

BTEX a 100µg/L para a metodologia HS-GC-FID e 50,0µg/L para as metodologias HS-

GC-MS e HS-SPME-GC-MS. As análises foram realizadas no mesmo dia e sobre as

mesmas condições.

Os resultados obtidos de cada uma das metodologias estão apresentados nas Tabelas

4.13, 4.14 e 4.15.

Tabela 4.13 – Valores de precisão obtidos para os BTEX para a metodologia HS-GC-FID.

Analito Precisão (%)

Benzeno 13,39

Tolueno 10,82

Etilbenzeno 12,26

m,p-Xilenos 8,89

o-Xileno 10,87

Tabela 4.14 – Valores de precisão obtidos para os BTEX para a metodologia HS-GC-MS.

Analito Precisão (%)

Benzeno 28,77

Tolueno 22,50

Etilbenzeno 21,74

m,p-Xilenos 22,34

o-Xileno 20,74

Tabela 4.15 – Valores de precisão obtidos para os BTEX para a metodologia HS-SPME-

GC-MS.

Analito Precisão (%)

Benzeno 4,70

Tolueno 3,77

Etilbenzeno 2,82

m,p-Xilenos 2,28

o-Xileno 4,33

Os valores obtidos na avaliação da precisão das metodologias HS-GC-FID e HS-

SPME-GC-MS foram menores que 15%, mostrando que estas metodologias possuem uma

precisão adequada. Já para a metodologia HS-GC-MS, os valores obtidos são superiores a

20% para os compostos BTEX, mostrando que o método não é preciso.

4.4.5. Exatidão

Os processos mais utilizados para avaliar a exatidão de um método são: materiais de

referência; comparação de métodos; ensaios de recuperação; adição padrão (Ribani et al.

2004). Nesse trabalho optou-se por ensaios de recuperação.

A recuperação deve ser avaliada na faixa de concentração esperada para o composto de

interesse. Isto pode ser feito adicionando a substância em pelo menos três diferentes

concentrações, por exemplo, próximo ao limite de quantificação, próximo à concentração

máxima permitida pelo método em teste e em uma concentração próxima à média da faixa

de uso do método.

A exatidão das medidas foi avaliada através do software Validate

, desenvolvido por

Vitor Hugo Polisél, disponível no livro “Validação de Métodos Cromatográficos de

Análise” (Lanças 2004b), para as medidas de nove replicatas de soluções fortificadas de

BTEX em três concentrações diferentes.

Os resultados obtidos de cada uma das metodologias estão apresentados nas Tabelas

4.16, 4.17 e 4.18.

Tabela 4.16 – Valores de exatidão obtidos para os BTEX para a metodologia HS-GC-FID.

Analito Exatidão (%)

Benzeno 101,49

Tolueno 104,74

Etilbenzeno 92,35

m,p-Xilenos 107,67

o-Xileno 85,94

Tabela 4.17 – Valores de exatidão obtidos para os BTEX para a metodologia HS-GC-MS.

Analito Exatidão (%)

Benzeno 106,90

Tolueno 97,58

Etilbenzeno 81,36

m,p-Xilenos 59,38

o-Xileno 107,51

Tabela 4.18 – Valores de exatidão obtidos para os BTEX para a metodologia HS-SPME-

GC-MS.

Analito Exatidão (%)

Benzeno 104,30

Tolueno 97,95

Etilbenzeno 99,54

m,p-Xilenos 102,76

o-Xileno 102,60

Os intervalos aceitáveis de recuperação para análise de resíduos na literatura

geralmente estão entre 70 e 120%. Para a metodologia HS-GC-FID esses valores variaram

entre 85,94 e 107,67%, para a metodologia HS-GC-MS variaram entre 59,38 e 107,51% e

para a metodologia HS-SPME-GC-MS entre 97,95 e 104,30%. Portando, as três

metodologias demonstram uma boa exatidão, sendo que a metodologia HS-SPME-GC-MS

mostrou-se ser a mais exata.

4.4.6. Robustez

A robustez mede a confiabilidade do método em condições normais de operação,

permitindo fixar as tolerâncias dos fatores do método. A influência dos fatores na resposta

da análise pode ser verificada individualmente (método univariado) ou simultaneamente

(método multivariado) (Lanças 2004b).

Para as metodologias HS-GC-FID e HS-GC-MS, julgou-se apropriado avaliar os efeitos

nas variações da quantidade de cloreto de sódio (2,00 – 2,50g) e da temperatura (70 –

80°C). O tempo e a fração de fase se mostraram não significativos já no primeiro

planejamento realizado durante a otimização do método. Portanto, os métodos são

seguramente robustos em relação a estes fatores.

Para a metodologia HS-SPME-GC-MS, julgou-se apropriado avaliar os efeitos nas

variações, dos mesmos fatores estudados nas metodologias HS-GC-FID e HS-GC-MS, da

quantidade de cloreto de sódio (2,00 – 2,50g) e da temperatura (30 – 40°C). Assim, os

ensaios foram realizados (Tabelas 4.19, 4.20 e 4.21) mantendo-se constantes os demais

fatores.

Tabela 4.19 - Matriz para o teste de robustez (HS-GC-FID).

Ensaio NaCl

(g)

Temperatura

(°C)

Razão de Áreas dos Picos Cromatográficos

Benzeno Tolueno Etilbenzeno m,p-Xilenos o-Xileno

2,00 70 2,7276176 2,93924361 0,512022878 4,53530991 0,479631143

2,50 70 2,44578552 2,78947368 0,530141142 4,62307083 0,478828651

2,00 80 2,23692469 2,67390167 0,525627615 4,74494421 0,480474198

2,50 80 2,07090312 2,51024219 0,465821639 4,22232911 0,451165686

5 (C)

2,25 75 2,29381532 2,71360859 0,254754155 2,39677917 0,472217463

6 (C)

2,25 75 2,21745439 2,6444859 0,505666114 4,41749585 0,472913212

7 (C)

2,25 75 2,77067104 3,01585349 0,533643114 4,6991481 0,486128195

Tabela 4.20 - Matriz para o teste de robustez (HS-GC-MS).

Ensaio NaCl

(g)

Temperatura

(°C)

Razão de Áreas dos Picos Cromatográficos

Benzeno Tolueno Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

2,00 70

0,665163 0,573514 0,140549 0,901590 0,091578

2,50 70

0,697457 0,626679 0,150222 0,977265 0,098019

2,00 80

0,667097 0,577471 0,140139 0,905479 0,090552

2,50 80

0,680446 0,595175 0,141954 0,943456 0,096216

5 (C)

2,25 75

0,646193 0,570682 0,136566 0,896955 0,090685

6 (C)

2,25 75

0,687728 0,596415 0,14428 0,928469 0,097950

7 (C)

2,25 75

0,667320 0,588267 0,14781 0,928130 0,093964

Tabela 4.21 - Matriz para o teste de robustez (HS-SPME-GC-MS).

Ensaio NaCl

(g)

Temperatura

(°C)

Razão de Áreas dos Picos Cromatográficos

Benzeno Tolueno Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

2,00 30

3,887632 7,392370 2,314578 7,939436 0,569466

2,50 30

4,397815 9,631970 3,048376 9,997592 0,725902

2,00 40

3,362831 7,622116 2,289208 8,548193 0,581666

2,50 40

4,830609 10,53248 3,096858 11,68345 0,831129

5 (C)

2,25 35

5,017815 9,922667 2,480528 9,615700 0,635885

6 (C)

2,25 35

5,438680 8,883162 2,609971 10,19685 0,685209

7 (C)

2,25 35

4,767213 8,344501 2,471245 9,436547 0,664581

A análise dos gráficos de pareto (Figuras 4.29 a 4.43) gerados pelo Statistica

, revela

que para todos os analitos das metodologias HS-GC-FID e HS-GC-MS as estimativas dos

efeitos encontram-se abaixo do limite delimitado por p (0,05) e, portanto, nenhum dos

fatores avaliados dentro destes domínios, modifica significativamente o sinal analítico

gerado, ou seja, a área dos picos cromatográficos, nesse nível de confiança. Portanto, essas

duas metodologias se mostraram robustas.

Para a metodologia HS-SPME-GC-MS, o fator sal se mostrou significativo para

tolueno, etilbenzeno e xilenos. Portanto, a metodologia HS-SPME-GC-MS é sensível a

pequenas variações na quantidade de sal, não sendo assim, robusta.

Figura 4.29 – Diagrama de pareto para o benzeno (HS-GC-FID).

Figura 4.30 – Diagrama de pareto para o tolueno (HS-GC-FID).

Figura 4.31 – Diagrama de pareto para o etilbenzeno (HS-GC-FID).

Figura 4.32 – Diagrama de pareto para o m,p-xilenos (HS-GC-FID).

Figura 4.33 – Diagrama de pareto para o o-xileno (HS-GC-FID).

Figura 4.34 – Diagrama de pareto para o benzeno (HS-GC-MS).

Figura 4.35 – Diagrama de pareto para o tolueno (HS-GC-MS).

Figura 4.36 – Diagrama de pareto para o etilbenzeno (HS-GC-MS).

Figura 4.37 – Diagrama de pareto para o m,p-xilenos (HS-GC-MS).

Figura 4.38 – Diagrama de pareto para o o-xileno (HS-GC-MS).

Figura 4.39 – Diagrama de pareto para o benzeno (HS-SPME-GC-MS).

Figura 4.40 – Diagrama de pareto para o tolueno (HS-SPME-GC-MS).

Figura 4.41 – Diagrama de pareto para o etilbenzeno (HS-SPME-GC-MS).

Figura 4.42 – Diagrama de pareto para o m,p-xilenos (HS-SPME-GC-MS).

Figura 4.43 – Diagrama de pareto para o o-xileno (HS-SPME-GC-MS).

4.5. Quantificação de BTEX em amostras de águas dos poços de

abastecimento e reservatórios da UFOP e do Ribeirão Tripuí

Pelo fato da metodologia HS-SPME-GC-MS ter apresentado os melhores resultados

para os parâmetros de validação ela foi empregada para a análise de BTEX em águas

superficiais e de abastecimento. Foram analisadas amostras de água coletadas em dois

poços de abastecimento e três reservatórios de água da Universidade Federal de Ouro Preto

(UFOP), além de amostras de águas superficiais coletadas em três locais ao longo do

Ribeirão Tripuí, sendo que, todos os sítios estavam localizados na cidade de Ouro Preto,

MG. As amostras foram coletadas em triplicata.

As concentrações dos BTEX foram determinadas pelo método do padrão interno,

empregando curvas analíticas e estão apresentadas na Tabela 4.22. As amostras coletadas

apresentaram valores de benzeno e etilbenzeno abaixo do limite de detecção e valores de

concentração de tolueno e xilenos abaixo dos limites máximos permitidos pela legislação

brasileira. Esse resultado é muito importante porque as amostras coletadas no poço

artesiano (P2) e nos reservatórios (R1, R2 e R3) são consumidas pela população da UFOP

sem pré-tratamento.

Tabela 4.22 - Concentração de BTEX nas amostras de águas coletadas nos poços de

abastecimento e reservatórios da UFOP e na superfície do Ribeirão Tripuí.

Amostra

Concentração (µg/L)

Benzeno Tolueno Etilbenzeno

m,p-Xilenos o-Xileno

S1 <LOD <LOD <LOD 0,131 0,039

S2 <LOD <LOD <LOD 0,054 0,028

S3 <LOD <LOD <LOD <LOD 0,025

P1 <LOD 0,329 <LOD 0,283 0,046

P2 <LOD <LOD <LOD <LOD <LOD

R1 <LOD 0,147 <LOD <LOD <LOD

R2 <LOD 0,178 <LOD <LOD <LOD

R3 <LOD 0,242 <LOD 0,234 0,038

5. Conclusões

Para a avaliação de BTEX em amostras de água designada ao consumo humano é

necessário o emprego de técnicas de pré-concentração devido às baixas concentrações em

que se encontram esses compostos nessas matrizes. O emprego de planejamento fatorial

para otimização de condições analíticas para a determinação de BTEX em água utilizando

cromatografia gasosa mostrou-se bastante adequado nesse trabalho devido ao grande

número de condições analíticas envolvidas nas metodologias avaliadas. A metodologia que

apresentou os melhores resultados para os parâmetros de validação empregados foi HS-

SPME-GC-MS. Essa metodologia se mostrou linear (r

> 0,999), precisa (variância menor

que 5%), exata (recuperação entre 98% e 104%) e sensível (LOD entre 24ng/L e 310ng/L).

No entanto, a metodologia empregando HS-GC-MS que apresentou piores resultados de

precisão (variância entre 20% e 30%) mostrou ser uma técnica extremamente sensível para

a análise de BTEX em água (LOD entre 2ng/L e 7ng/L). Vale destacar que a técnica de

análise por HS-GC-FID embora não tenha apresentado limites de detecção tão baixos

(LOD entre 88ng/L e 702ng/L) os valores encontrados são inferiores à concentração

máxima permitida em água potável, e essa técnica merece atenção pelo fato de ser bastante

simples e de baixo custo levando-se em conta que muitos laboratórios analíticos dispõem

de um equipamento de cromatografia a gás com detecção por ionização em chama (GC-

FID).

6. Referencias Bibliográficas

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