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Belo Horizonte
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Diversidade genética do Tamanduá-bandeira
(Myrmecophaga tridactyla: Xenarthra, Mammalia) no
Brasil e implicações para sua conservação.
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Genética, Instituto de Ciências
Biológicas como requisito parcial para a
obtenção do título de mestre em Genética, área
de concentração, Genética Evolutiva e de
Populações.
Orientador: Fabrício Rodrigues dos Santos, PhD.
Belo Horizonte
2009
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Aos meus avós.
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São muitas as pessoas, fatos e acontecimentos que me fizeram escolher o caminho
que me levou a este mestrado. Desde os inúmeros documentários de evolução na National
Geographic, até a inesperada seleção de bolsista para o LBEM em 2005, quando eu estava
tão confusa na graduação (novidade) que não sabia mais o que fazer do curso. A verdade é
que não existe outra área da biologia que eu me imagine trabalhando além desta, e foi um
prazer enorme ter descoberto este ramo precioso de estudo.
As primeiras pessoas que tenho que agradecer por tudo, não só pelo mestrado, são
meus avós (Maria José e Ermelindo, meus queridinhos), de quem recebi as noções mais
importantes da vida, e o carinho intenso, imensurável, atemporal, infinito que me
concederam. Quando me penso humana, é porque eles me ensinaram o que é isso.
Agradeço também à minha família toda pela paciência (às vezes menor, às vezes
maior) de apoiar o caminho que escolhi, pois como todo biólogo sabe, é um caminho longo.
Agradeço muito ao Caetano, meu namorado, meu grande amigo, minha companhia
infalível de cinema e pizza vegetariana, este botânico mais empolgado do mundo, o fazedor
de mapas oficial dos nossos trabalhos, a quem eu amo muito e sempre mais.
Agradeço ao meu orientador por ter me aceitado como aluna de mestrado e como
membro do laboratório, e ao pessoal do LBEM pelo ótimo ambiente de trabalho, pela
amizade e bom humor em todas (ou quase todas) as horas. Aos da velha guarda do LBEM,
Sarah, Claudia, Lets, Débora, Sibelle, Josimar, Dani, Rodrigo (o co-orientador de todos os
membros do LBEM e Deus sabe mais de onde), Marilza, e da “van guarda”, Augusto, Karina
e Érica, e aos que passaram por pouco tempo.
Ainda no LBEM, algumas pessoas em especial eu gostaria de agradecer: Babi, por
ser minha amiga desde os primórdios da faculdade, e continuar comigo mesmo no LBEM,
onde muitas vezes lamuriamos juntas os PCRs e seqüenciamentos que não deram certo. O
Raul (dizem que o verdadeiro nome dele é Anderson, mas eu tenho minhas dúvidas), outro
amigo presente desde a faculdade, por ser sempre tão prestativo à todos.
Aos amigos do ICB, da 2003/02, especialmente os da R2, é claro!
Tenho agradecer também aos pesquisadores que fizeram este trabalho possível por
me ceder algumas amostras. São eles: Flávio Rodrigues, Rosane Collevati, Flávia Miranda,
Fernanda Braga, Teresa Anacleto e ao Museu Paraense Emílio Goeldi.
Á Paula Lara Ruiz, que, além de me passar o material de tamanduá-bandeira, me
passou o profundo interesse pela ordem Xenarthra, e me ensinou bastante no nosso tempo
de convivência.
Um obrigada também à CAPES, pela bolsa de um ano concedida, e ao CNPq, que
recentemente nos cedeu fundos para trabalhar melhor neste projeto e aumentar, finalmente,
nossa sofrida amostragem.
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Neste trabalho são apresentados dados sobre a variabilidade genética em
populações de tamanduá-bandeira (Myrmecophaga tridactyla) do Brasil. A espécie se
encontra ameaçada por diversos fatores, como degradação e fragmentação de habitats,
ameaça antrópica e aspectos de sua história natural, e necessita de uma reavaliação de seu
status de conservação. A falta de estudos genéticos sobre sua diversidade dificulta a
avaliação do verdadeiro grau de risco da espécie. Neste estudo foram analisadas 77
amostras de tamanduá-bandeira, distribuídos em nove Estados brasileiros, nos biomas
Cerrado, Pantanal e Floresta Amazônica. Foram estudados dois marcadores mitocondriais
(HVI e CytB), um gene autossômico (RAG2) e um íntron ligado ao Y (iAMELY).
Os resultados revelaram um haplótipo comum, provavelmente relacionado ao de
origem ancestral, compartilhado por todas as populações de Cerrado e por alguns
indivíduos do Pantanal, indicando que seja o Cerrado o bioma onde a espécie se
diversificou. As populações oriundas de Parques de Cerrado merecem atenção especial,
pois podem funcionar como redutos de diversidade da espécie. Os índices de fixação
revelaram uma possível estruturação entre os indivíduos de Cerrado e os de Floresta
Amazônica, ressaltando a necessidade de critério e cuidado para planos de manejo.
Com uma maior amostragem dentro e fora do Brasil a história filogeográfica do
tamanduá-bandeira poderá ser mais bem esclarecida, e poderá ser mais bem avaliada sua
situação de conservação.
Palavras-chave: Myrmecophaga tridactyla, Cerrado, filogeografia.
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This work presents genetic variability data in populations of the giant anteater
(Myrmecophaga tridactyla) in its distribution in Brazil. The species is threatened by several
factors, such as habitat degradation and fragmentation, human threats and aspects of its
natural history, and so it needs new evaluation of its conservation status. Lack of genetic
studies on its diversity pours difficulty in evaluating the true degree of the species risk. 77
anteaters’ samples were analyzed in this study, distributed in nine Brazillian states, from
biomes Cerrado, Pantanal and the Amazon Forest. Two mitochondrial markers were studied
(HVI and CytB), besides an autossomic gene (RAG2) and an X-linked intron (iAMELY).
The results show a common haplotype, likely related to the ancestral origin, shared
by all Cerrado populations and some Pantanal individuals, indicating the former biome is
where the species has diversified. The populations from Cerrado parks deserve special
attention, as they might work as diversification spots. Fixation indexes revealed a probable
structure between Cerrado and Amazon Forest individuals, stressing the requirement of care
and criterion when planning the species management.
With a wider sampling inside and outside Brazil, the phylogeographic history of the
giant anteater will be better clarified, and its conservation status might be better evaluated.
Keywords: Myrmecophaga tridactyla, Cerrado, phylogeography.
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Figura 1 –
Representantes dos três grandes grupos de Xenarthra (esquerda para direita): Cingulata (tatus) e
Pilosa (tamanduás e preguiças, respectivamente). Fotos: Grzimek G., Animal Life Encyclopedia
Vol.13....................................................................................................................................................21
Figura 2 – Área de ocorrência de Myrmecophaga tridactyla. Mapa: Fonseca & Aguiar,
2004......................................................................................................................................................23
Figura 3 –
Diversos aspectos do tamanduá-bandeira no Cerrado brasileiro. Fotos: Grzimek G., Animal Life
Encyclopedia Vol.13.............................................................................................................................25
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Figura 4 –
Mapa com distribuição e localização dos pontos coletados. As cores dos quadrados referem-se ao
texto descritivo de cada população, de acordo com seu Estado, sendo: azul claro (Cerrado de Minas
Gerais, CEMG); azul escuro (Cerrado de Goiás, CEGO); cinza (Cerrado do Paraná, CEPR); rosa
(Cerrado de São Paulo, CESP); laranja (Cerrado do Mato Grosso, CEMT); vermelho (Bioma Pantanal,
PT) e verde (Bioma Floresta Amazônica brasileira, AM). A área sombreada de verde representa a
atual extensão do bioma Cerrado brasileiro. Mapa confeccionado pelo programa
ArcView..................................................................................................................................................30
Figura 5 –
Posições relativas de anelamento dos primers utilizados de acordo com a organização mitocondrial.
..............................................................................................................................................................34
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Figura 6 –
Gel de agarose 0.8% mostrando o produto de PCR para o fragmento do gene CytB (A) e RAG2 (B).
A primeira coluna de cada linha do gel corresponde ao marcador de peso molecular 1 Kb Plus DNA
Ladder, Invitrogen. ...............................................................................................................................42
Figura 7 –
Leituras do seqüenciamento automático para HVI (A) e RAG2 (B), onde são mostrados um sítio
homozigoto em azul, e um heterozigoto em vermelho. .......................................................................43
Figura 8 –
Redes Median-Joining de haplótipos encontrados para três marcadores em M. tridactyla: (A)
HVI+CytB, (B) RAG2 e (C) iAMELY. As cores representam as populações geográficas às quais
pertence cada parcela dos haplótipos apresentados. CEMG = azul claro; CEGO = azul escuro; CESP
= rosa; CEMT = laranja; CEPR = cinza; PT = vermelho; AM = verde. Os círculos são proporcionais às
freqüências dos haplótipos, e os pontos pequenos em vermelho representam vetores intermediários
hipotéticos criados pelo algoritmo para resolver a rede. Os números em vermelho são as posições de
mutação entre um e outro haplótipo. ...................................................................................................60
Figura 9 –
Árvore filogenética de máxima verossimilhança dos haplótipos do gene CytB, construída pelo
programa phyML, modelo evolutivo F81, com 500 replicações de bootstrap, para a espécie do
tamanduá-bandeira, enraizada por indivíduo de T. tetradactyla. Os números correspondem ao
haplótipo, e os símbolos aos haplótipos exclusivos de cada bioma, sendo: círculo (Cerrado), triângulo
(Pantanal) e quadrado (Floresta Amazônica). O símbolo losango preto representa o haplótipo
compartilhado por todos os biomas. O haplótipo marcado com um asterisco (CytB CE 10*) é o de
Cerrado compartilhado por dois indivíduos procedentes dos dois parques de Cerrado (PARNA
Canastra e PARNA Emas), com mais proximidade com o grupo externo
usado.....................................................................................................................................................63
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Tabela 1 – Seqüências, denominações e quantidade de pares de bases amplificados (Pb) dos primers
para loci mitocondriais utilizados neste estudo.....................................................................................33
Tabela 2- Seqüências, denominações e quantidade aproximada de pares de bases amplificados (Pb)
dos primers para loci nucleares utilizados neste estudo.......................................................................35
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Tabela 3. Distribuição das amostras e dos haplótipos encontrados: Estado brasileiro e município (ou
região, como Parques Nacionais – PARNA’s – que englobam mais de um município) com bioma
oficial correspondente, número amostral, e distribuição dos haplótipos de HVI e CytB encontrados nos
77 indivíduos estudados de Myrmecophaga tridactyla. *CE: Cerrado; AM: Floresta Amazônica; PT:
Pantanal.................................................................................................................................................46
Tabela 4. Distribuição dos haplótipos reconstruídos a partir dos genótipos para o gene autossômico
RAG2. Estado brasileiro e município com bioma oficial correspondente, número amostral, e
distribuição dos haplótipos encontrados no total de 47 indivíduos (94 seqüências) estudados para o
lócus......................................................................................................................................................47
Tabela 5. Distribuição dos haplótipos do íntron do gene AMELY. Estado brasileiro e município com
bioma oficial correspondente, número amostral, e distribuição dos haplótipos encontrados no total de
34 indivíduos machos estudados para o lócus......................................................................................47
Tabela 6. Índices de diversidade molecular gerados por DNAsp 4.0 e Arlequin 3.11 para seqüências de
HVI (450pb) e CytB (555pb) das populações definidas para M. tridactyla. CE MG: Cerrado de Minas
Gerais (PARNA Canastra, Araxá, Uberlândia, Piumhi, Dores do Indaiá, Doresópolis); CE GO: Cerrado
de Goiás (PARNA Emas e Cristalina); CE SP: Cerrado de São Paulo (São José do Rio Preto); CE
MT: Cerrado de Mato Grosso (Nova Xavantina); CE PR: Cerrado do Paraná (Telêmaco Borba,
Jaguariaíva e Piraí do Sul); PT: Pantanal do Mato Grosso e Mato Grosso do Sul (Poconé e Corumbá);
AM: Floresta Amazônica do Mato Grosso, Pará, Roraima e Amapá (Vila Rica, Belém, Oriximiná, Ilha
do Marajó, Caracaraí e
Mazagão)...............................................................................................................................................49
Tabela 7. Índices de diversidade molecular gerados por DNAsp 4.0 e Arlequin 3.11 para seqüências de
RAG2 (745pb) e iAMELY (583pb) das populações definidas para M. tridactyla. CE MG: Cerrado de
Minas Gerais; CE GO: Cerrado de Goiás; CESP: Cerrado de São Paulo; CEMT:Cerrado de Mato
Grosso; CE PR: Cerrado do Paraná; PT: Pantanal do Mato Grosso e Mato Grosso do
Sul..........................................................................................................................................................50
Tabela 8. Resultados da análise de variância molecular (AMOVA) a partir das seqüências de mtDNA,
HVI e CytB, juntos. GL= Graus de Liberdade, SQ= Soma dos Quadrados..........................................53
Tabela 9. Resultados da análise de variância molecular (AMOVA) a partir das seqüências de RAG2 e
iAMELY. GL= Graus de Liberdade, SQ= Soma dos Quadrados...........................................................53
Tabela 10. Resultados da análise de AMOVA para dados de mtDNA (HVI+CytB), com exclusão da
população oriunda do Pantanal............................................................................................................54
Tabela 11. Resultados da análise de AMOVA para dados de mtDNA (HVI+CytB), com exclusão das
populações CEMG e CEGO.................................................................................................................55
Tabela 12. Resultados da análise de AMOVA para dados de mtDNA (HVI+CytB), e nucleares (RAG2 e
iAMELY) considerando apenas indivíduos que têm todos estes marcadores
seqüenciados........................................................................................................................................57
Tabela 13. Valores de diferenciação das populações, φ
ST,
e respectivos valores de significância
(p<0.05), indicados como significativos (*) ou não (-) na hemimatriz da diagonal superior, calculados
pelo Arlequin 3.11 (10100 permutações) para os loci HVI e CytB, considerando as populações
definidas por bioma e estado de origem. O método utilizado foi para o calculo de distância entre
haplótipos foi diferenças par-a-par......................................................................................................59
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Tabela 14. Valores de diferenciação das populações, φ
ST,
e respectivos valores de significância
(p<0.05), indicados como significativos (*) ou não (-) na hemimatriz da diagonal superior, calculados
pelo Arlequin 3.11 (10100 permutações) para o lócus autossômico RAG2 e o íntron AMELY,
considerando as populações definidas por bioma e estado de origem. O método utilizado foi para o
calculo de distância entre haplótipos foi diferenças par-a-
par.......................................................................................................................................................59
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LBEM – Laboratório de Biodiversidade e Evolução Molecular
CAPES – Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior
CNPq – Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico
HVI – Hipervariável 1
CytB – Citocromo B
RAG2 – Recombination Activation Gene 2
iAMELY – íntron da Amelogenina do cromossomo Y
iPLP – íntron da Polilipoproteína
DNA – Ácido Desoxirribonucleico
mtDNA – DNA mitocondrial
nDNA – DNA nuclear
Vol.- Volume
Ed. – Editores
CEMG – Cerrado de Minas Gerais
CEGO – Cerrado de Goiás
CEMT – Cerrado de Mato Grosso
CESP – Cerrado de São Paulo
CEPR – Cerrado do Paraná
PT – Pantanal
AM – Floresta Amazônica
PCR – Polymerase Chain Reaction
Pb – Pares de bases
KB – quilobases
MJ – Median Joining
F81 – Felsenstein, 1981
PARNA – Parque Nacional
Pop. – população, populações
AMOVA – Análise de Variância Molecular (Analysis of Molecular Variance)
IUCN – International Union for Conservation of Nature
SNP – Single Nucleotide Polymorphism
NT – Near Threatened
VU – Vulnerable
MMA – Ministério do Meio Ambiente
IBAMA – Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis
CITES – Convention on International Trades in Endengered Species
SISBIO – Sistema de Autorização e Informação em Biodiversidade
CGEN – Conselho de Gestão do Patrimônio Genético
D.O.U – Diário Oficial da União
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1. Introdução ..........................................................................................................................11
1.1. Biologia da conservação e a importância da variação genética .....................................11
1.2. Filogeografia ...................................................................................................................14
1.3. Marcadores moleculares: mtDNA e nDNA .....................................................................16
1.4. A ordem Pilosa: importância histórico-evolutiva .............................................................20
1.5. O tamanduá-bandeira (Myrmecophaga tridactyla) ........................................................21
2. Objetivos.............................................................................................................................26
2.1. Objetivo geral ..................................................................................................................26
2.2. Objetivos específicos ......................................................................................................26
3. Metodologia........................................................................................................................27
3.1. Amostragem e populações estudadas ...........................................................................27
3.2. Processamento das amostras ........................................................................................31
3.3. Análise dos dados ..........................................................................................................36
4. Resultados .........................................................................................................................39
4.1. Processamento das amostras.........................................................................................39
4.2. Características das seqüências e variabilidade genética de M. tridactyla ......................42
4.3. Estruturação genética em M. tridactyla...........................................................................51
5. Discussão...........................................................................................................................63
6. Conclusão...........................................................................................................................69
7. Referências Bibliográficas..................................................................................................70
Apêndice I...............................................................................................................................85
Apêndice II .............................................................................................................................87
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1.1.
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IOLOGIA DA CONSERVAÇÃO E A IMPORTÂNCIA DA VARIAÇÃO GENÉTICA
A disciplina da conservação biológica surgiu há menos de 30 anos como
resultado de uma preocupação crescente com a crise da fauna e flora que
experimentaram aumentadas taxas de extinção nos últimos séculos. A biologia da
conservação é um novo patamar da aplicação da ciência para problemas
conservacionistas, e aborda, de forma multidisciplinar, a biologia das espécies,
comunidades e ecossistemas que sofrem ou sofreram perturbações por atividades
humanas ou outros diversos fatores. Seu principal objetivo é fornecer as ferramentas
e princípios para a preservação da diversidade biológica (Soulé, 1985). Como área
holística de estudo, reúne perspectivas de diferentes campos do conhecimento
(biogeografia, ecologia, evolução, genética de populações, paleoclimatologia entre
outros) para gerar dados mais completos e amplos das questões ambientais.
Uma das abordagens reconhecidamente úteis para aplicação no manejo da
vida selvagem é a genética de populações, uma vez que a viabilidade em longo
prazo das populações e até mesmo das comunidades depende da persistência da
diversidade genética que mantém seu potencial evolutivo.
Os estudos de viabilidade populacional com dados genéticos e suas
interações com os aspectos demográficos, geográficos e biológicos das espécies
têm crescido consideravelmente no campo da biologia da conservação e se
mostram adequados, em conjunto com estudos ecológicos, para o delineamento de
estratégias de manejo para espécies em risco de extinção (Frankham et al., 2002).
O estudo genético aplicado pode auxiliar o esforço de conservação das espécies de
diversas maneiras. Através de estudos filogenéticos sobre as relações entre táxons
hierarquicamente superiores, pode ajudar a resolver problemas taxonômicos nos
quais os dados morfológicos são contraditórios ou insuficientes (Arnason et al.,
2002; Delsuc et al., 2002; Madsen et al., 2001; Murphy et al., 2001; De Jong, 1998).
Em estudos com táxons mais próximos, dados genéticos ajudam a esclarecer
relações não resolvidas pela sistemática tradicional entre complexos de espécies e
subespécies (Bowen et al., 1991; Garcia-Rodriguez et al., 1998; Delsuc et al., 2003).
Já no nível intra-especifico, através da genética populacional e da filogeografia,
12
busca-se determinar o grau e a distribuição espacial da diversidade das populações
e identificar aquelas evolutivamente importantes, cuja identidade deve ser
preservada para assegurar a continuação dos processos adaptativos e a evolução
das espécies (Moritz, 1994; Crandall et al., 2002). Além disso, há a facilidade de se
trabalhar com o DNA como ferramenta, que faz do seqüenciamento uma das
técnicas mais usadas para responder questões em diversas áreas da biologia: os
nucleotídeos são as unidades básicas de informação hereditária nos organismos; há
uma relativa facilidade de obtenção de informação sobre processos evolutivos
operando sobre as moléculas e uma grande quantidade de caracteres passível de
ser analisada (Hillis et al., 1996).
De fato, a variação genética é um dos três níveis de biodiversidade
recomendados pela World Conservation Union (IUCN) para ser estudado e mantido
para a conservação da vida silvestre (McNeely et al., 1990). Há duas razões para
esta recomendação: a diversidade genética é necessária para que populações
evoluam em resposta às mudanças ambientais, e os níveis de endogamia estão
ligados diretamente ao valor adaptativo (fitness) populacional.
A destruição e fragmentação de áreas naturais, especialmente florestas
tropicais com alta biodiversidade, está levando à extinção das espécies em uma taxa
muito maior que as taxas naturais de extinção. A conseqüente perda de habitat
reduz a cadeia trófica e o número de especialistas, de espécies de grande massa
corporal, e também afeta negativamente o sucesso reprodutivo e de dispersão, a
taxa de predação e aspectos do comportamento animal que afetam o sucesso de
forrageamento (Fahrig, 2003). À medida que as áreas naturais se tornam menores e
mais fragmentadas, é cada vez mais importante entender a dinâmica evolutiva e
ecológica de pequenas populações para manejá-las efetivamente e preservá-las,
permitindo sua expansão (Lande, 1988). Do ponto de vista da vulnerabilidade das
populações, a qualidade ambiental (os recursos como alimento, nutrientes, abrigo,
sítios de reprodução e espécies que interagem), além do tamanho da área, é um
aspecto muito importante. Muitas populações que vivem restritas a habitats ilhados,
como parques, refúgios e reservas, são incapazes de escapar para outros refúgios
quando o ambiente é deteriorado (queimadas e desmatamento, por exemplo). Como
conseqüência da perda maciça de habitat, a população sofre redução no seu
tamanho e na sua distribuição, o que pode levar à imediata extinção local e também
a uma aumentada vulnerabilidade à extinção estocástica (Gilpin & Soulé, 1986). A
13
redução populacional como resultado da perda de habitat tem relação íntima com o
decréscimo da variabilidade genética das populações, além de aumentar o risco de
endogamia, que pode levar à depressão endogâmica e conseqüente diminuição do
valor adaptativo populacional. Todas as populações finitas perdem variação genética
como conseqüência da deriva genética e, ao mesmo tempo, podem se tornar
endogâmicas. Há, portanto, uma grande correlação entre tamanho populacional e
heterozigozidade (Reed & Frankham, 2003). O tamanho populacional, todavia, não
diz respeito estritamente ao censo (total de indivíduos) da população, e sim ao
tamanho efetivo (Ne) da mesma, que se refere ao tamanho de uma população ideal
que perderia variação genética na mesma taxa que a perda observada na população
real. Quantidade desigual de machos e fêmeas, variância no tamanho de famílias e
flutuações temporais no tamanho da população são fatores que resultam em um
número efetivo das populações geralmente menor do que seu tamanho real (Lande,
1988). Estudos de populações devem considerar a mínima população viável (MPV),
parâmetro que indica um limite mínimo do Ne, ou um conjunto de limiares
multivariáveis que garantam (com algum risco aceitável) que a população persistirá
em um estado viável por certo intervalo de tempo (Gilpin & Soulé, 1986). A relação
entre o tamanho das populações e a variabilidade genética presente nelas,
previamente registrada em populações experimentais (Briscoe et al., 1992) e de
animais em cativeiro (Soulé, 1980) foi também verificada em populações naturais
(Frankham, 1996 e 1998).
Tanto a variação genética quanto eventos demográficos e ambientais
determinam o destino das populações isoladas. Estima-se que geralmente um
mínimo de 500 indivíduos consiga preservar a diversidade de uma população animal
(Franklin, 1980). Porém, reservas pequenas não sustentam esta quantidade de
mamíferos de grande porte. É provável que mesmo as reservas com mais de 20.000
hectares não sejam grandes o suficiente para sustentar populações viáveis de
espécies de grande tamanho corporal que ocorrem em baixas densidades, como
predadores de topo, grandes herbívoros e insetívoros (como o tamanduá-bandeira).
A magnitude do efeito da massa corporal na densidade populacional varia com a
classe de dieta. Espécies com dietas restritas ocorrem em menores densidades do
que espécies cuja dieta as permite acessar uma variedade maior de recursos
(Redford & Robinson, 1986). Os casos mais extremos de animais com dietas
restritas na ordem Xenarthra são o tatu-canastra (Priodontes maximus) e o
14
tamanduá-bandeira (Myrmecophaga tridactyla), espécie estudada neste trabalho.
Registros destas espécies têm sido extremamente raros nos últimos tempos
(Chiarello, 2000).
A preocupação com a variabilidade genética é particularmente importante
pelo fato de que espécies ameaçadas têm, tipicamente, níveis menores de
heterozigozidade do que espécies correlatas não ameaçadas. A perda de
variabilidade genética adaptativa coloca populações selvagens em maior risco de
extinção (Frankham, 2005). Dessa forma, o estudo das populações de uma espécie
e suas relações com seu ambiente são essenciais para conhecer a verdadeira
situação do táxon, e avaliar as prioridades de conservação. Para preservar sua
diversidade adaptativa, a população que apresentar melhor a diversidade funcional
dentro da espécie deve ter maior prioridade de conservação (Crandall, 2000). Como
é, na atualidade, extremamente difícil estudar diretamente a variação adaptativa em
populações naturais, são feitos diversos estudos de genética populacional com
marcadores neutros como o DNA mitocondrial ou microssatélites para inferir a
diversidade remanescente em cada população, considerando sua história natural e
distribuição geográfica. A abordagem que avalia em detalhe a genética de
populações em termos históricos e espaciais é chamada de filogeografia, a qual tem
sido bastante utilizada nos últimos anos em populações naturais de espécies
animais e vegetais.
1.2.
F
ILOGEOGRAFIA
A filogeografia é uma área multidisciplinar que aborda dados histórico-
geográficos e componentes filogenéticos da distribuição espacial atual de linhagens
genealógicas, visando compreender a variação estrutural de indivíduos/populações
e, então, reconstruir suas relações filogenéticas e deduzir sua história evolutiva. É
uma disciplina recente (o termo em si foi introduzido por John C. Avise e co-autores,
em 1987) que lida com a interface entre a biologia molecular, genética de
populações, demografia, paleontologia, geografia e história filogenética (Avise,
2000).
15
A disciplina procura interpretar como os processos históricos e as variações
ambientais (gradientes ou não) ao longo da distribuição de uma espécie tendem a
gerar um padrão de diversidade seja através de seleção natural ou fatores
estocásticos como a deriva genética.
A abordagem filogeográfica lida com as distribuições espaciais dos alelos
cujas relações filogenéticas são conhecidas ou podem ser estimadas. Em estudos
visando à recuperação da biodiversidade, as unidades filogeográficas são
identificadas por marcadores moleculares preferencialmente neutros, pois estes
podem revelar populações com fonte de adaptações divergentes que,
preferencialmente, os conservacionistas devam preservar. Diferentes padrões
filogeográficos podem aparecer quando filogenias intra-especificas são superpostas
com interpretações geográficas, e, segundo Avise et al. (1987), podem ser
agrupados em cinco categorias diferentes cujo significado em termos de eventos
históricos é bastante amplo. São encontrados desde padrões descontínuos que
indicam barreiras ao fluxo gênico extrínsecas de longo prazo, até padrões contínuos
com fluxo gênico extensivo sem barreiras geográficas perceptíveis.
As origens dos padrões disjuntos de táxons ou populações encontrados pelas
análises filogeográficas podem ser fruto de eventos como dispersão ou vicariância.
Sob vicariância, as populações se separaram quando sua distribuição é interrompida
por eventos ambientais, como é o caso de fragmentação de habitat. Após dispersão
as populações atingiram a distribuição atual através do movimento ancestral a partir
de um centro de origem. A análise filogeográfica é capaz de interpretar a
contribuição relativa dos dois tipos de eventos. Populações historicamente isoladas
têm maior probabilidade de apresentarem diferenças em adaptações genéticas
locais porque tiveram maior tempo de exposição às pressões seletivas que sofrem
influência negativa do fluxo gênico (Avise, 2000). Porém, estudos de modelos de
coalescência (evolução reversa) e simulação de avanço no tempo (evolução direta)
mostram que mesmo em populações distribuídas continuamente podem ocorrer
quebras filogeográficas, e essa estrutura resultante pode variar bastante também
entre condições idênticas. A severidade da estrutura filogeográfica observada
depende, além dos padrões de fluxo gênico, tanto da distância média de dispersão
dos indivíduos em cada geração, quanto do número de indivíduos da espécie (Irwin,
2002).
16
Através de um relógio molecular (resultado da observação de que a
divergência de seqüências entre espécies aumenta em uma taxa aproximadamente
linear ao longo do tempo), as divergências entre clados podem ser datadas, visando
entender o motivo da quebra filogeográfica através da relação temporal com eventos
da paleogeografia/paleontologia (Hedges & Kumar, 2003). Para histórias mais
antigas, marcadores de evolução mais lenta devem ser usados, enquanto para
histórias recentes, de milhares de anos apenas, marcadores mais variáveis e de
evolução mais rápida são requeridos (Emerson & Hewitt, 2007).
As relações preditas têm sido observadas, estudadas e amplamente
documentadas (especialmente em vertebrados) por Avise e seu grupo de pesquisa
durante as últimas três décadas (Avise et al.,1987; Avise, 1989, 1994, 2000).
Estudos filogeográficos de populações e espécies de mamíferos são concentrados
na fauna do Paleártico e do Neártico (Avise, 2000). Mais recentemente, estudos
filogeográficos sobre espécies de mamíferos neotropicais começaram a ser
realizadas, como trabalhos do grupo de pesquisa de J.L. Patton com pequenos
mamíferos (Patton et al., 1994, 1996; Patton & DaSilva,1997) e de nosso grupo de
pesquisa com mamíferos aquáticos (Vianna et al.,2007; Garcia et al.; 2007) e
morcegos (Redondo et al.; 2008), porém são ainda poucos os trabalhos realizados
com espécies de mamíferos terrestres neotropicais de médio e grande porte.
1.3.
M
ARCADORES MOLECULARES
:
MT
DNA
E N
DNA
O DNA mitocondrial (mtDNA) é amplamente utilizado em estudos
filogeográficos devido às suas características moleculares e evolutivas, além de sua
monofilia enquanto constituinte de organelas da célula eucariótica (Saccone et
al.,2000), que resulta em seqüências de mtDNA de diversos organismos
estritamente ortólogas, permitindo uma abordagem filogenética universal. As
principais razões para o uso deste marcador estão a seguir.
A molécula é distinta entre espécies, porém ubiquamente distribuída (o que
permite comparação entre a grande variedade de organismos). Em animais, o
mtDNA é uma molécula pequena, circular, covalentemente fechada com cerca de
16-20 quilobases. Está organizada em 37 genes e uma área chamada D-loop (alça-
17
D) ou Região Controle, que exerce controle sobre a replicação do mtDNA e a
transcrição do RNA, mas não é codificante. Em geral, nos vertebrados, as duas fitas
diferem no conteúdo de bases, o que resulta numa fita “leve” (L) com maior
conteúdo de pirimidinas, e outra relativamente “pesada” (H), com maior conteúdo de
purinas (Saccone et al., 2000; Baker & Marshall, 1997).
É um genoma fácil de isolar, que está presente em todas as células em
grande quantidade de cópias; tem estrutura genética simples, ausência de DNA
repetitivo, elementos de transposição, pseudogenes e íntrons. Exibe modo direto de
transmissão genética, sem recombinação ou outros rearranjos genéticos. Grande
parte das mudanças genéticas é constituída por simples substituições de base ou
pequenas deleções ou adições. Além disso, evolui em uma taxa mais rápida, de 1-
10 vezes maior que o DNA nuclear (nDNA) de cópia única, o que permite que novos
caracteres possam emergir rapidamente com o passar de poucas gerações em uma
espécie (Avise et al., 1987).
A característica mais importante deste genoma para a filogeografia é sua
forma de herança: o mtDNA tem herança estritamente materna e virtualmente
haplóide nos animais. Portanto, ao contrário do nDNA, as mutações no DNA
mitocondrial que aparecem em diferentes indivíduos não sofrem recombinação
durante a reprodução sexual, e representam haplótipos da linhagem estudada. Por
esta razão, quando se estuda um genótipo de mtDNA os organismos individuais
podem ser considerados a unidade taxonômica operacional básica (do inglês,
Operational Taxonomic Unit – OTU) em uma reconstrução filogenética, o que é
bastante apropriado para estudos intra-específicos (Blaxter, 2005). Além disto, o
tempo de coalescência dos alelos de loci mitocondriais é menor do que o tempo de
coalescência dos alelos no DNA nuclear, por estar associado a menores tamanhos
efetivos da população (Moore, 1995). Assim, a alta taxa de substituição e um menor
tempo de coalescência dos alelos, fazem com que esta molécula seja de especial
utilidade na comparação e estudo das relações entre grupos cuja divergência é
recente (congenéricos e co-específicos) (Avise et al., 1987; Avise, 2000;
Moore,1995).
Entre os genes e regiões da molécula de mtDNA, alguns se mostram mais
apropriados para marcadores intra-específicos por apresentarem mais polimorfismos
e serem mais bem estudados. Dentre eles a região Hipervariável I da D-loop (HVI) é
uma das mais usadas. A D-loop é o maior segmento não codificante do DNA
18
mitocondrial animal, e varia de 800 a 1600 pares de bases nos mamíferos. Apesar
de sua importância funcional, esta região é a parte que evolui mais rapidamente de
toda a molécula, e acumula substituições de bases em uma taxa consideravelmente
mais alta do que do DNA nuclear de cópia única (Brown, 1986). Dados indicam uma
alta taxa de substituição na área, aproximadamente uma em cada 33 gerações para
humanos. Estas observações indicam uma segregação extremamente rápida de
variantes de mtDNA ao longo das gerações (Parsons et al., 1997). Outra região
bastante utilizada é o gene do Citocromo b (Cytb). Este gene com cerca de 1200 pb
codifica para uma das mais bem conhecidas proteínas do complexo oxidativo
mitocondrial, sem aparentes diferenças de tamanho entre espécies, e demonstra ser
útil para resolver problemas filogenéticos entre mamíferos. Estudos demonstram que
linhagens de menos 15 milhões de anos podem ser identificadas com grande
certeza (Irwin et al., 1991). O marcador também apresenta vários polimorfismos,
ainda que em menores taxas quando comparado à região D-loop, pois as
substituições estão atreladas às restrições funcionais da proteína, mas é útil para
ajudar a estabelecer relações interespecíficas próximas, ou ainda intra-especificas
(Johns & Avise, 1998).
Apesar das inúmeras razões para o uso do mtDNA como marcador para
estudos populacionais intra-específicos, é necessário reconhecer algumas de suas
limitações como tal, a fim de compreender melhor os resultados dos padrões
filogeográficos encontrados. Como molécula citoplasmática, pode raramente ocorrer
heteroplasmia (condição na qual dois ou mais genótipos coexistem em um indivíduo)
na amostra, além de ser um marcador suscetível à homoplasia, fenômeno atribuído
a substituições transitórias de bases em alguns sítios (recorrência) ou a mudanças
evolutivas convergentes ou paralelas. A saturação mutacional (substituições
cumulativas recorrentes que levam à perda de informação da molécula,
principalmente em comparações de relações evolutivas antigas) também pode
comprometer a confiabilidade dos resultados. Não obstante, o genoma mitocondrial
sofre mais os efeitos da deriva genética e de flutuações demográficas, uma vez que
tem o tamanho efetivo reduzido em quatro vezes em relação ao nDNA (Ballard &
Whitlock, 2004). Por estas razões, a utilização de mais de um tipo de marcador
fornece uma melhor resolução filogenética e filogeográfica.
A abordagem multiloci é cada vez mais freqüente em estudos evolutivos, e
tem sido feita com marcadores de origem nuclear, os chamados SNPs (do inglês,
19
Single Nucleotide Polymorphism). Como os SNPs são sabidamente abundantes e
espalhados pelo genoma de muitas espécies (tanto codificante, quanto não-
codificante), e evoluem de forma bem descrita por modelos de mutação simples, seu
uso em ecologia, evolução e conservação tem aumentado muito, inclusive nos
estudos de filogeografia (Morin et al., 2004). Considerando o nDNA, um fragmento
de propriedades interessantes para o estudo filogeográfico é o cromossomo Y. Este
compreende uma pequena região pseudo-autossômica que recombina com o
cromossomo X, e uma grande região haplóide que, de vários modos, se comporta
como o mtDNA. Ao contrário de loci autossômicos ou específicos de cromossomo X,
ambos mtDNA e a parte não-homóloga ao X do cromossomo Y não sofrem
recombinação. Portanto, todos os polimorfismos em uma molécula mitocondrial ou
no cromossomo Y compartilham a história da linhagem materna ou paterna,
respectivamente. Além destas características em comum, o cromossomo Y tem
algumas propriedades interessantes se comparado à mitocôndria. Primeiramente, o
Y é transmitido através da linhagem germinativa e está presente em todas as
células. Devido à degeneração do cromossomo Y dos mamíferos, a seleção natural
pode simplesmente não operar, ou operar tão fracamente ou apenas como uma
seleção purificadora que é dificilmente detectável. Pelo seu pequeno tamanho
efetivo, os genes do cromossomo Y são também muito sensíveis à deriva genética.
Polimorfismos Y-específicos devem, portanto, ser mais afetados por eventos
histórico-demográficos recentes, tais como gargalos de garrafa populacionais,
efeitos de fundador, ou expansões demográficas passadas (Petit et al., 2002).
Para uma aplicabilidade forte e ampla da abordagem filogeográfica é
necessária a habilidade de incorporar loci de fontes diferentes (nuclear autossômico,
nuclear ligado ao sexo para esclarecer diferenças históricas e demográficas entre os
sexos, e DNA mitocondrial). O primeiro marcador escolhido para uma análise
filogeográfica continua sendo o DNA mitocondrial para caracterização da estrutura
populacional, testando sua monofilia ou inferindo o fluxo gênico maternal. Estudos
deste tipo utilizam de forma complementar dados nucleares para corroborar os
resultados iniciais baseados em loci citoplasmáticos (Hare, 2001).
20
1.4.
O
RDEM
P
ILOSA
:
IMPORTÂNCIA HISTÓRICO
-
EVOLUTIVA
A ordem Pilosa, antiga infra-ordem de Xenarthra (esta foi elevada a magna-
ordem em 1997 por McKenna e Bell), e recentemente desmembrada da mesma
(Gardner, 2005) faz parte de uma das quatro linhagens basais de placentários que
englobam as ordens atuais de mamíferos eutérios (Springer et al., 2004). O grupo é
composto por duas grandes linhagens que correspondem a morfotipos distintos: as
preguiças arbóreas (Folivora: Megalonichidae e Bradypodidae), e os tamanduás
(Vermilingua: Myrmecophagidae). Os tatus (Cingulata: Dasypodidae) fazem parte da
ordem Cingulata, também antiga infra-ordem de Xenarthra (Fig. 1). Folivora e
Vermilíngua são sub-ordens de Pilosa, que possui uma extensa pelagem ao invés
de uma carapaça (como os tatus), e constitui grupo irmão de Cingulata (Engelmann,
1985). Todos os integrantes de Pilosa são endêmicos da América do Sul
.
Figura 1 – Representantes dos três grandes grupos da magna-ordem Xenarthra (esquerda
para direita): ordem Cingulata (tatus) e ordem Pilosa (tamanduás e preguiças,
respectivamente). Fotos: Grzimek G., Animal Life Encyclopedia Vol.13.
A radiação evolutiva da magna-ordem Xenarthra ocorreu entre o período do
Paleoceno e o Eoceno, há cerca de 65 milhões de anos atrás, em uma época em
que a América do Sul estava isolada das outras massas continentais (Patterson &
Pascual, 1972). Ao todo, 31 espécies atuais de Xenarthra (21 tatus, 4 tamanduás e 6
preguiças) foram descritas (Anderson & Handley, 2001), o que representa apenas
um vislumbre de sua diversidade fóssil que englobava mais de 218 gêneros
reconhecidos (McKenna & Bell, 1997). A magna-ordem ainda era bastante
diversificada no Pleistoceno, quando a maioria dos gêneros se extinguiu há 10.000
anos, possivelmente pelo impacto humano (Fariña, 1996). Embora haja
controvérsias, seu registro fóssil parece ser restrito ao continente americano (Delsuc
et al., 2001).
21
A monofilia da ordem é classicamente reconhecida. Todos os pilosos fósseis
e viventes exibem uma redução dental e perda do esmalte dentário, até o extremo
caso dos tamanduás que são desdentados. Uma sinapomorfia morfológica exclusiva
de da magna-ordem Xenarthra é a presença de “xenarthria”, constituída por
articulações atípicas adicionais entre as vértebras (Engelman, 1985).
Do ponto de vista molecular, a monofilia dos xenarhtros é fortemente apoiada
por uma deleção de três aminoácidos consecutivos na proteína αA-cristalina das
lentes do cristalino (Van Dijk et al., 1999), característica única entre os mamíferos
eutérios estudados. Além disso, dados de DNA mitocondrial e nuclear (Delsuc et al.,
2001) e de marcadores de elementos de retroposição (Möller-Krull et al., 2007)
confirmaram sua monofilia.
McKenna, em 1997, propôs que o grande grupo Xenarthra seria grupo irmão
de todos os outros clados de mamíferos, e deve, portanto, ser usada para enraizar
filogenias de eutérios. Entretanto, outros pesquisadores propuseram uma relação
cladística próxima entre Xenarthra e Afrotheria, sendo esta a primeira dicotomia na
árvore Mammalia, associada à separação geológica do supercontinente Gondwana,
seguido pela dispersão dos ancestrais dos outros clados (Glires e Laurasiatheria)
para o supercontinente boreal Laurasia (Murphy et al., 2001). Outros trabalhos
corroboram a hipótese e a colocam em discussão (Hallström et al., 2007; Svartman
et al., 2006), porém um resultado conclusivo ainda não foi alcançado. A magna-
ordem Xenarthra, e a ordem Pilosa são, portanto, de importância crucial para o
entendimento da filogenia dos mamíferos, e de enorme importância histórico-
evolutiva, grupo relevante para a conservação da diversidade filogenética dos
eutérios. Um conhecimento mais amplo da organização genômica, função e
evolução dos mamíferos deverá ser alcançado com a aplicação de larga-escala de
análise genômica deste grupo.
1.5.
O
TAMANDUÁ
-
BANDEIRA
(M
YRMECOPHAGA TRIDACTYLA
)
O tamanduá-bandeira, Myrmecophaga tridactyla, pertence à família
Myrmecophagidae da infra-ordem Vermilingua (animais com língua fina e alongada)
22
(Engelman, 1985). Tem adaptações especializadas para a mirmecofagia como perda
de dentes, língua extremamente alongada e protátil, grandes glândulas salivares
produtoras de muco que auxiliam na captura das presas e garras desenvolvidas
(Naples, 1999). É a maior das quatro espécies de tamanduá existentes, podendo
atingir 39 kg e ocupa uma grande variedade de habitats, desde florestas aos campos
limpos do Cerrado (Redford & Eisenberg, 1992). É, porém, o único representante da
família que está listado na IUCN como quase-ameaçado (NT) (Porini et al., 2006;
IUCN, 2008; www.redlist.org), embora já tenha sido classificado como vulnerável
(VU) no passado (Baillie & Groombridge, 1996). A espécie é distribuída desde o
Panamá até o sul do Brasil e nordeste da Argentina (Fig. 2), embora tenha maior
densidade (apesar do crescente declínio observado) nas áreas do Cerrado brasileiro
(Edentate Specialist Group, 1996, Messias-Costa et al., 2001), bioma que
atualmente se encontra em processo acelerado de deterioração devido ao avanço
da fronteira agropecuária, principalmente com o aumento do cultivo de soja e, mais
recentemente, dos canaviais (Ratter et al., 1997). O bioma já é considerado um
hotspot prioritário para conservação mundial, restando apenas 20% de sua
vegetação primária original (Myers et al., 2000).
Figura 2 – Área de ocorrência
de Myrmecophaga tridactyla.
Mapa: Fonseca & Aguiar,
2004.
O tamanduá-bandeira se encontra globalmente em declínio principalmente
devido à degradação dos biomas em que vive pelo desmatamento e uso do solo
para agricultura e pecuária, fato que é agravado pelas queimadas de origem
23
antrópica. Apesar da ampla distribuição, são poucas as áreas onde é possível
observá-lo com maior freqüência, sendo desconhecido seu status na maior parte da
sua área de ocorrência (Fonseca et al., 1994). Já é reconhecida sua extinção
pontual em alguns países, como Belize, Nicarágua, Guatemala e Uruguai (Fallabrino
& Castiñeira, 2006), e, no Brasil, em alguns estados (como o Espírito Santo), que
possuem apenas espécimes de museu, com registro de última ocorrência natural
remontando há décadas (Lorenzutti & Almeida, 2006), além de ser considerado
provavelmente extinto no estado do Rio de Janeiro (Bergallo et al., 1998). Por isso, a
espécie consta também na lista nacional de espécies ameaçadas elaborada pelo
Ministério do Meio Ambiente (MMA) e IBAMA, considerada vulnerável em 19 estados
brasileiros, dentre eles Minas Gerais (IBAMA, 2003)
(http://www.ibama.gov.br/fauna/extincao.htm), além de estar listado no Apêndice II
da CITES (www.cites.org).
Além do habitat impactado, aspectos comportamentais e peculiaridades
biológicas também contribuem para o declínio populacional da espécie (Redford &
Einsenberg, 1992), como o hábito de forragear formigas e cupins, fontes alimentares
de pouco valor nutritivo, que o deixa dependente da sua densidade no ambiente,
resultando em uma baixa taxa metabólica Além disso, não fazem distinção entre
presas e detritos. Inclusive, a distribuição e abundância de presas podem determinar
a distância movida pelos tamanduás por período de atividade, influenciando dessa
forma sua área de vida em diferentes locais (Eisenberg, 1989). É estimado que sua
taxa basal metabólica chegue a apenas 34% da esperada para sua massa corporal
(McNab, 1985), e que seus pêlos tenham um papel importante no seu isolamento
térmico (Rosa, 2007). A gestação das fêmeas é lenta (até 180 dias) e dá a luz a um
único filhote de cada vez, que a mãe carrega nas costas até idade aproximada de
nove meses. São animais de hábito noturno (Eisenberg, 1989), atividade que
predomina em ambientes mais quentes, como o Brasil central. Possui hábito
solitário, o que os torna mais suscetíveis à caça antrópica. Modificações fisionômicas
da vegetação com prováveis alterações das comunidades de térmitas e formigas
utilizadas como alimento, a caça predatória e ataque de cães são alguns fatores que
contribuíram para rarefação de suas populações. O comportamento do animal
facilita a caça predatória, pois não é agressivo, é lento e tem sentidos da visão e
audição pouco desenvolvidos, permitindo aproximação fácil (Montgomery & Lubin,
1977). A área de vida estimada para os machos é de 4 a 7,4 km2, e das fêmeas
24
cerca de 12 km2 (estimativa quase sempre maior que dos machos), mas estas áreas
podem estar subestimadas, e estudos mais detalhados devem ser feitos (Medri,
2005; Miranda, 2004b; Shaw et al. 1987)
Figura 3 – Diversos aspectos do tamanduá-bandeira no Cerrado brasileiro. Fotos: Grzimek
G., Animal Life Encyclopedia Vol.13.
Soma-se a isto o fato de que o tamanduá-bandeira é uma das espécies mais
prejudicadas pelo alastramento de fogo em campos, pastagens e parques naturais
(PARNA das Emas e da Serra da Canastra) por sua pelagem altamente inflamável
(Silveira et al., 1999), além de ser um dos animais com alto registro de
atropelamento em estradas (Casella et al., 2006), fator o qual se acredita ter um
impacto negativo sob as populações (Mikich & Bernils, 2004). É também uma das
principais presas de carnívoros (Silveira, 1999). É agravante ainda a dificuldade da
sua criação e reprodução em cativeiro (Miranda, 2004a), onde são relatadas
diversas complicações de saúde na espécie (Diniz et al., 1995).
Poucos estudos genéticos foram feitos com o tamanduá-bandeira: em Garcia
et al., 2005, seis loci de microssatélite dinucleotídeos foram isolados para a espécie,
e em Colevatti et al., 2007 estes mesmos loci foram analisados para duas
populações de tamanduá-bandeira, uma proveniente do Parque Nacional da Serra
da Canastra e outra do Parque Nacional das Emas, para as quais foram
encontrados índices significativos de endogamia. Apesar destes estudos locais, sua
diversidade genética ainda não é conhecida em nível nacional. Atualmente
encontram-se 138 seqüências da espécie no GenBank
(www.ncbi.nlm.nih.gov/Genbank), mas estas se referem aos estudos acima ou a
estudos de filogenia da ordem Xenarthra. É possível, portanto, que esteja sendo
desconsiderada a importância da sua diversidade genética e possível grau de
estruturação populacional, uma vez que não há estudos amplos com esta espécie
nessa categoria, mas somente a análise de algumas populações locais. Ao analisar
a estrutura e diversidade genética das populações remanescentes de tamanduá-
25
bandeira, será possível inferir a real situação de risco genético, bem como sugerir
estratégias de manejo mais adequadas a médio e longo prazo. Este estudo visa
contribuir com uma parcela para a adequação dos planos de manejo à espécie
referida.
26
2
2
.
.
O
O
B
B
J
J
E
E
T
T
I
I
V
V
O
O
S
S
2.1.
O
BJETIVO
G
ERAL
Caracterizar, através de marcadores moleculares mitocondriais e nucleares, a
diversidade genética da espécie Myrmecophaga tridactyla no Brasil e delinear o
espectro dessa variação ao longo da sua distribuição geográfica, contribuindo para o
esclarecimento do seu status de conservação.
2.2.
O
BJETIVOS
E
SPECÍFICOS
2.2.1. Padronizar e seqüenciar diferentes loci do mtDNA e nDNA nos diferentes
indivíduos;
2.2.2. Caracterizar haplótipos/genótipos a diversidade de populações brasileiras de
Myrmecophaga tridactyla com marcadores mitocondriais e nucleares;
2.2.3. Avaliar diferentes parâmetros de diversidade genética intra-populacional e
divergências inter-populacionais;
2.2.4. Estudar o padrão filogeográfico que caracterize a distribuição espacial das
linhagens em populações de M. tridactyla;
2.2.5. Identificar populações/áreas prioritárias para conservação da espécie que
possam constituir unidades distintas evolutivamente e requeiram manejo
diferenciado, ou que funcionem como redutos de diversidade para a espécie.
27
3
3
.
.
M
M
E
E
T
T
O
O
D
D
O
O
L
L
O
O
G
G
I
I
A
A
3.1.
A
MOSTRAGEM E POPULAÇÕES ESTUDADAS
As amostras utilizadas neste estudo foram obtidas através de parcerias ou
colaborações com pesquisadores e instituições que têm uma rotina ativa de trabalho
de campo com enfoque ecológico. Também foram utilizados tecidos provenientes de
carcaças de bichos que sofreram atropelamento nas estradas, geralmente ao redor
de unidades de conservação. Todas as amostras recebidas foram mantidas em
álcool etílico absoluto, em tubos de microcentrífuga de 1,5 ml ou tubos falcon de 15
ml, quando a quantidade de tecido era grande. O tipo de amostra variou entre
tecidos de pele, músculo, osso, sangue e pêlo. A identificação das amostras foi feita
primeiramente por identidade provisória dada pelo coletor, acoplada a informações
como data da coleta, nome do coletor e local de captura ou recolhimento do animal
(quando for o caso). Alguns indivíduos foram provenientes da coleção
mastozoológica do Museu Paraense Emílio Goeldi, como especificado em tabela do
anexo 1. Todo material biológico foi mantido em condições padrão de refrigeração
antes e depois do processamento das amostras.
Todas as amostras têm autorização para atividade com finalidade científica
emitida pelo SISBIO/IBAMA sob número 15052-1.
Ao todo, foram reunidas amostras de 77 indivíduos distribuídos em 9 estados
brasileiros, a saber: Minas Gerais (MG), Goiás (GO), São Paulo (SP), Mato Grosso
(MT), Mato Grosso do Sul (MS), Paraná (PR), Pará (PA), Roraima (RR) e Amapá
(AP).
A partir de dados de distância geográfica (inferida pelas coordenadas
geográficas dos indivíduos), e dos biomas nos quais os mesmos estão inseridos,
foram definidas populações de estudo, como descritas a seguir e demonstradas no
mapa (fig. 4):
(1) População do Cerrado de Minas Gerais (CEMG):
Esta população é composta por 21 indivíduos distribuídos em 5 municípios
dos Estado de Minas Gerais (Araxá, Uberlândia, Piumhi, Dores do Indaiá,
28
Doresópolis), e uma unidade de conservação, o Parque Nacional da Serra da
Canastra, que engloba mais de um município. Todas as localidades estão dentro de
três microrregiões do estado, cujas extremidades se distanciam por 280 km. A
geografia do local varia da borda da Mata Atlântica, no PARNA Canastra, para
regiões de vegetação de cerrado e formações de serras no restante de sua
extensão. A maioria dos indivíduos desta população é oriunda do PARNA Serra da
Canastra, onde são observadas as maiores densidades da espécie no Brasil, com
cerca de 1-2 indivíduos/km
2
(Shaw et al., 1985).
29
Figura 4 – Mapa com distribuição e localização dos pontos coletados. As cores dos
quadrados referem-se ao texto descritivo de cada população, de acordo com seu Estado,
sendo: azul claro (Cerrado de Minas Gerais, CEMG); azul escuro (Cerrado de Goiás,
CEGO); cinza (Cerrado do Paraná, CEPR); rosa (Cerrado de São Paulo, CESP); laranja
(Cerrado do Mato Grosso, CEMT); vermelho (Bioma Pantanal, PT) e verde (Bioma Floresta
Amazônica brasileira, AM). A área sombreada de verde representa a atual extensão do
bioma Cerrado brasileiro. Mapa confeccionado pelo programa ArcView..
30
(2) População do Cerrado de Goiás (CEGO):
Esta população é composta majoritariamente por indivíduos do Parque
Nacional das Emas, totalizando 28 indivíduos. Ambiente inteiramente de cerrado, o
PARNA Emas tem aproximadamente 1.333 km
2
(Miranda, 2004b) Também foi
incluído nesta população, um indivíduo do município de Cristalina.
(3) População do Cerrado de São Paulo (CESP):
Indivíduos coletados no município de São José do Rio Preto, região de
cerrado e cerradinho, compõem esta população de 6 indivíduos.
(4) População do Cerrado do Mato Grosso (CEMT):
Esta população é composta por 4 indivíduos coletados nos arredores do
município de Nova Xavantina, sudeste do Mato Grosso, região predominante de
vegetação de Cerrado, divisa com o início da vegetação de floresta, típica de região
amazônica. Segundo estudo realizado na reserva indígena dos Xavantes nas
adjacências locais, próximo ao Rio das Mortes (Leeuwenberg, 1997), o tamanduá-
bandeira é freqüentemente caçado pelos índios como recurso primário, e há uma
preocupação dos mesmos com a sustentabilidade da população do animal devido à
caça extensiva. Há estimativas de que, dentro de apenas 2.200 km
2
, uma média de
120 tamanduás são abatidos por ano. Esta população local pode estar sofrendo
declínio acelerado, como indicam os dados coletados.
(5) População do Cerrado do Paraná (CEPR):
População composta por 5 indivíduos oriundos de três municípios do estado:
2 de Jaguariaíva, onde há o Parque Estadual do Cerrado de Jaguariaíva, 1 de Piraí
do Sul, distanciados entre si por apenas 39 km, e 2 de Telêmaco Borba, onde há um
pequeno fragmento remanescente de Mata Atlântica, mas em sua maioria já exibe
uma gradativa savanização. Neste estado já existe uma preocupação com o declínio
observado da espécie e com a sustentabilidade de suas populações nos campos
sulinos (Braga, 2003).
(6) População do Pantanal (PT):
Algumas localidades de municípios e unidades de federação diferentes foram
agrupadas para compor esta população, que representa os indivíduos da
amostragem originários do bioma Pantanal. São dois indivíduos de Corumbá, Mato
Grosso do Sul, região do chamado “baixo Pantanal” (Pantanal sul mato-grossense),
31
e três indivíduos do município Poconé, Mato Grosso, do “alto Pantanal” (centro-sul
mato-grossense). As localidades se distanciam por cerca de 300 km. No Pantanal os
sítios de Nhumirim (em Corumbá) e Poconé foram amostrados neste estudo, locais
onde já foi documentado a ocorrência da espécie (Alho & Lacher, 1991). Como o
Pantanal é rodeado a leste pelo Cerrado, e formado com uma mistura de elementos
destes dois biomas acrescidos da Floresta Amazônica, é interessante avaliar a
diversidade entre os indivíduos que ocorrem lá e sua relação com os outros biomas.
Observações de campo apontam para um declínio da população do Pantanal
principalmente devido ao grande volume de atropelamentos nas rodovias ao redor.
(7) População da Floresta Amazônica (AM):
Esta população é composta por indivíduos procedentes de localidades onde o
bioma da Floresta Amazônica é predominante. Ao todo foram coletados 8 indivíduos,
distribuídos entre os estados Pará, Amapá, Roraima, todos cedidos pelo Museu
Paraense Emílio Goeldi, além de um indivíduo do Mato Grosso, Vila Rica.
3.2.
P
ROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS
Extração de DNA
A extração do DNA genômico foi realizada utilizando protocolo padrão para
extração de tecido/sangue por digestão com Proteinase K (20mg/ml), seguida de
purificação com fenol:clorofórmio e precipitação com álcool isoamílico (Sambrook et
al.,1989). Para extração de fragmentos de osso foi utilizado protocolo modificado de
Holland et al. (2003), em conjunto com kit de extração de DNA, conforme
recomendação do fabricante (DNA Tissue Kit Quiagen®). Os procedimentos
mencionados se encontram detalhados na página do laboratório, disponível no
endereço de rede http://www.icb.ufmg.br/lbem/protocolos. O DNA obtido foi
quantificado em gel de agarose 0,8% corado com brometo de etídio (1µl/100ml),
onde foi verificada a qualidade e quantidade do produto. A concentração do DNA foi
medida pelo método de fluorescência com kit Qubit Quant-it DNA Assay®,
Invitrogen. Após diluição e estocagem em geladeira (4°C) das amostras de trabalho,
32
o restante foi registrado com número específico de banco de mamíferos e estocado
em freezer (-70°C) do banco de DNA do Laboratório de Biodiversidade e Evolução
Molecular (LBEM), registrado como Fiel Depositário do patrimônio genético no
CGEN/MMA sob o processo 02000.002032/2003-26 (publicado no D.O.U. em 14 de
Janeiro de 2004). As amostras cujo DNA revelou-se escasso ou degradado foram
depositadas em banco alternativo e mantidas com sua identidade provisória.
Amplificação por PCR
Após o processamento das amostras, foram usados iniciadores (primers) já
existentes no laboratório, específicos para espécies de Xenarthra, ou retirados de
outros trabalhos da literatura, para a amplificação por PCR (Polymerase Chain
Reaction).
Foram amplificados dois loci do mtDNA, o locus Hipervariável I (HVI) da
região controle, e o primeiro terço do gene Citocromo B (CytB), como mostrado na
figura 5. A seqüência dos primers utilizados para estes marcadores estão na tabela
1.
Tabela 1 – Seqüências, denominações e quantidade de pares de bases amplificados (Pb)
dos primers para loci mitocondriais utilizados neste estudo.
Conjuntos de Primers
Região Foward (Direto) Reverse (Reverso) Pb Referência
HVI
BrDiL
5'
ATGACCCTGAAGAAAGAACCA
3’
BrDiH
5'
CCCAAAGCTGAAATTCTACTTAAACTA
3’
380
Arnason et al., 1997;
Douzery et al., 1997.
HVI
ProL
5'
ATTACACTGGTCTTGTAAACC
3’
H16498
5'
CCTGAAGTAGGAACCAGATG
3'
400
Lara-Ruiz et al.,
2008; Ward et al.,
1991.
CytB
XL14733
5'
CACCTACTATTCCTCCACGAAACAGG
3'
CYTB-H
5'
TGGTTTACAAGACCAGTGTAAT
3'
500
Lara-Ruiz et al.,
2008.
CytB
CYTB-L
5'
CCATGAGGACAAATATCATTCTGAGG
3'
CYTB-H
5'
TGGTTTACAAGACCAGTGTAAT
3'
730
Lara-Ruiz et al.,
2008.
A reação de amplificação dos fragmentos acima citados foi realizada em
volume final de 15 µl, sendo 2 µl de DNA genômico, e 13 µl de pré-mix composto por
33
Pro-L
BrDi-L
BrDi-H
CytB-L
CytB-H
XL14733
H16498
Pro-L
BrDi-L
BrDi-H
CytB-L
CytB-H
XL14733
H16498
CytB-L
CytB-H
XL14733
H16498
tampão 10X (TrisKCl-MgCl
2
), 200 µM de dNTPs, 0,5 µM de cada primer e 1
unidade/tubo de Taq polimerase. O programa de ciclagem utilizado consistiu em um
passo de desnaturação a 94°C por 3’ seguido de 35 ciclos de 94°C por 30", 50°C por
30” e 72°C por 3’, e um passo final de extensão a 72°C por 10’.
Figura 5 – Posições relativas de anelamento dos primers utilizados de
acordo com a organização mitocondrial. RC, região controle; CytB,
Citocromo B; Glu, Glutamato; Thr, Treonina; Phe, fenilalanina; Val, Valina.
Foram utilizados também três loci do nDNA: uma parte intrônica do gene da
Amelogenina (iAMELY) ligado ao cromossomo Y; parte de um íntron do gene da
Polilipoproteína (iPLP) do cromossomo X, e o gene autossômico de ativação da
recombinação (Recombination Activation Gene – RAG2), presente no cromossomo
11 humano. Todos os primers usados para amplificação destes segmentos foram
retirados da literatura, conforme especificado na tabela 2.
34
Tabela 2- Seqüências, denominações e quantidade aproximada de pares de bases
amplificados (Pb) dos primers para loci nucleares utilizados neste estudo.
Conjuntos de Primers
Região Foward (Direto) Reverse (Reverso) Pb Ref.
iAMELY
AMELY-F2
5’
AGCGTTTCTCAAATCGTTCAAT
3’
AMELY-R2
5’
GGTGAGATACAGAGAATCACATTTACTT
3’
~1500
Roca et
al., 2007.
iPLP
PLP-F3
5’
CCAGGACTATGAGTATCTCATCAATGT
3’
PLP-R3
5’
CTGACCCTTCAGAGATGCTACCT
3’
~500
Roca et
al., 2007.
RAG2
RAG2-F220
5’
GATTCCTGCTAYCTYCCTCCTCT
3’
RAG2-R995
5’
CCCATGTTGCTTCCAAACCATA
3’
665
Teeling et
al., 2000.
Para os fragmentos nucleares, a reação de amplificação teve um volume final
de 10 µl, sendo 1 µl de DNA genômico e 9 µl de pré-mix composto por tampão 10X
(TrisKCl), solução de MgCl
2
1,5mM, 200 µM de dNTPs, 0,5 µM de cada primer e 0,5
unidade/tubo de Taq Platinum® Invitrogen. Modificações pontuais foram necessárias
ao decorrer dos experimentos, como alterações nas concentrações dos reagentes
acima citados, principalmente do DNA, e adição de adjuvantes à reação, como
albumina de soro bovina (Bovine Serum Albumine – BSA) a 10mg/ml e gelatina 1%,
visando maior eficiência e especificidade da PCR.
Para os marcadores iAMELY e iPLP foi utilizado um programa de ciclagem
touchdown, com um início hotstart a 95°C por 9’45”, 5-10 ciclos com passo inicial de
desnaturação a 94° por 15”, anelamento a 49-54°C por 30”, extensão a 72°C por
1’20”, e uma extensão final a 72°C por 3’. Para RAG2 o programa é iniciado com
um passo a 95°C por 5’, 35 ciclos de 95°C por 30”, 57°C por 30” e 72°C por 1’20”,
com extensão final de 72°C por 9’.
A visualização dos produtos amplificados foi feita em gel de agarose 0,8%
corado com brometo de etídio (1 µl/100 ml), conferindo a eficiência da reação de
PCR, o tamanho da banda amplificada (através de padrão molecular DNA Ladder 1
Kb Plus®, Invitrogen) e a presença/ausência de produtos inespecíficos ou de
contaminação. Para tanto, todas as reações foram acompanhadas de controle
negativo (branco).
Posteriormente, os amplicons foram submetidos à purificação de nucleotídeos
não incorporados e de bandas menores que 300 pb através de protocolo de limpeza
35
com Polietilenoglicol (solução de PEG 20% e NaCl 2,5 M), e, finalmente, submetidos
ao processo de seqüenciamento automático.
O gene AMELY, encontrado no cromossomo Y, está situado na região
haplóide ou não-recombinante, mas possui um homólogo no cromossomo X.
Portanto, o gene localizado no X, denominado AMELX, é similar em estrutura e
função, porém com uma expressão mais ativa na do seu produto, o esmalte do
dente que deve estar inativo nos tamanduás. O par de primers usado na
amplificação deste fragmento foi desenhado especificamente para o Y, porém, para
garantir que o homólogo não seria amplificado em nenhum indivíduo (amplificação
cruzada), todas as amostras foram submetidas ao processo de sexagem molecular,
no qual o gene SRY (região de determinação do sexo), que ocorre somente no
cromossomo Y (machos), foi amplificado por PCR e sua presença/ausência checada
em gel de acrilamida 8%. Todo o procedimento foi realizado de acordo com Murata
& Masuda (1996), de onde foram extraídos os primers RG4 (5’-
GGTCAAGCGACCCATGAAYGCNTT
-3’) e RG7 (5’-
GGTCGATACTTATAGTTCGGGTA
-3’) (Griffiths
& Tiwari, 1993), originalmente testados para preguiças do gênero Choloepus,
Xenarthra. As reações de PCR tiveram as mesmas características da amplificação
do DNA nuclear, e o programa de ciclagem consistiu em 40 ciclos compostos de
desnaturação por1’ a 94°C, anelamento por 1’ a 55°C e extensão de 1’ a 72°C. Os
dados gerados a partir da sexagem molecular foram comparados com as
informações, quando disponíveis, sobre o sexo dos indivíduos identificados em
campo. O procedimento como um todo é útil para a confiabilidade dos dados do
trabalho, pois a identificação de sexo entre os Xenarthra é notoriamente difícil,
principalmente do tamanduá-bandeira, que não possui dimorfismo sexual acentuado
(somente uma diferença bastante sutil de tamanho corporal), e sua genitália não é
visível exteriormente, ou mesmo facilmente distinguível entre os gêneros (Divers,
1986). Técnicas para sua sexagem baseada em PCR já foi relatada com sucesso
anteriormente na literatura (Takami et al., 1998). Com esta informação, foram
seqüenciados para o marcador iAMELY somente os machos da amostragem.
Seqüenciamento automático
O seqüenciamento dos fragmentos gerados por PCR e purificados foi
realizado utilizando-se os mesmos primers da amplificação pelo método de
36
incorporação de ddNTPs (didesoxinucleotídeos) marcados com fluorescência que
inibem o alongamento da fita pela DNA polimerase (modificação da técnica
originalmente descrita por Sanger et al., 1977). As reações foram preparadas
segundo recomendações do fabricante do seqüenciador em volume final de 10µl,
sendo 2µl de produto purificado de PCR (DNA amplificado), 1 µl de primer a 0,5µM,
4µl de DYEnamic ET Kit® da Amersham Biosciences, e 3µl de água di-deionizada
(ddH
2
O – MILLI-Q). O programa de ciclagem teve um passo inicial de desnaturação
a 94°C por 1’, seguido por 35 ciclos de 95°C por 25”, 50-55°C por 15” e 60°C por 3’,
com extensão final a 60°C por 10’.
Toda reação de seqüenciamento foi precipitada por protocolo com Acetato de
Amônio 7,5M e Etanol 70%, e ressuspensão em solução tampão fornecida pelo
fabricante. A leitura foi feita pelo seqüenciador automático MegaBACE DNA Analysis
System 1000®. Cada indivíduo teve, para cada fragmento estudado, seqüencias de
duas leituras com o iniciador direto e duas com o reverso.
3.3.
A
NÁLISE DOS DADOS
A partir dos diferentes cromatogramas gerados pelo seqüenciador automático
MegaBACE, e através dos programas Phred v. 0.20425 (Ewing & Green, 1998;
Ewing et al., 1998), Phrap v.0.990319 (http://www.phrap.org/) e Consed 12.0
(Gordon et al., 1998) foram produzidas seqüências-consenso de cada indivíduo,
para cada um dos marcadores usados. Para os marcadores nucleares o programa
PolyPhred 5.04 (Nickerson et al., 2005) foi usado a fim de comparar as seqüências
dos cromatogramas e seus picos de leitura para identificar possíveis sítios
heterozigotos nas substituições nucleotídicas únicas (SNPs) em locus diplóides.
Sítios com leituras superpostas e com altura de pico até 50% do normal com alta
qualidade foram identificados como heterozigotos. Neste caso, foi usado o programa
PHASE v2.0 (Stephens & Donnely, 2003; Stephens et al., 2001) para reconstruir os
haplótipos a partir dos genótipos, e estimar, então, a fase gamética.
Os alinhamentos foram gerados com os parâmetros default do software
Clustal W (Higgins & Sharp, 1988), implementado no programa MEGA 4.0 (Kumar et
al., 2007), que também foi utilizado para a edição manual dos alinhamentos, e, por
fim, para definir os sítios polimórficos e haplótipos. Sempre que necessário o
37
programa Consed foi usado para visualizar os cromatogramas e conferir a qualidade
das seqüências produzidas. O programa ModelTest 3.7 (Posada & Crandall, 1998)
em conjunto com PAUP 4.0 (Swofford, 1998) foi empregado para encontrar o
modelo de substituição nucleotídica que melhor se encaixa com os dados
observados. Esta abordagem permite testar os métodos baseados em modelos
evolutivos e explorar qual deles melhor se ajusta aos dados através de um teste
hierárquico de hipóteses.
Todos os dados gerados a partir de seqüências de DNA foram submetidos a
análises estatísticas de diversidade genética intra e inter-populacional nos indivíduos
amostrados. Com os programas Arlequim 3.11 (Excoffier et al., 2006) e DNAsp 4.0
(Rozas & Rozas, 1995) foram calculados os parâmetros: diversidade nucleotídica
(π), diversidade haplotípica (h), número de sítios segregantes (s), número e tipo de
substituições observadas (transições e transversões), composição das bases
(porcentagem do conteúdo GC/AT), índices de endogamia, e análise de variância
molecular (AMOVA) para elucidar a distribuição da diversidade genética dentro e
entre as populações amostradas de acordo com sua localidade de origem, usando a
estatística Fst e seu análogo molecular Φst. Esta análise considera as freqüências
dos haplótipos, assim como a distância filogenética entre eles para determinar os
valores de F e de componentes de variância associados, que são usados para
estimar como está distribuída a variabilidade encontrada. A significância dos
componentes foi acessada através de 10.000 permutações. Todas as análises
realizadas no Arlequin 3.11 foram feitas com distâncias entre haplótipos calculadas
como diferenças par-a-par (pairwise difference).
O teste exato de diferenciação entre as populações (análogo ao teste exato
de Fisher), implementado no Arlequin 3.11, também foi utilizado. Este teste parte da
hipótese nula de panmixia e verifica, através de uma cadeia de Markov (10.000
passos), a probabilidade de se obter uma distribuição dos haplótipos encontrados
semelhante à da amostra, se a hipótese nula fosse real.
A relação filogenética entre os haplótipos observados e sua distribuição
geográfica foi analisada e melhor visualizada pela construção de redes de haplótipos
(networks) para cada região estudada usando o algoritmo median-joining (MJ)
(Bandelt et al., 1999), que permite entrada de dados com estados múltiplos, tais
como polimorfismos de vários alelos. O algoritmo está implementado no programa
NETWORK 4.0 (
http://www.fluxus-technology.com/). Este método permite visualizar
38
as genealogias dos haplótipos com melhor resolução do que árvores, pois, no nível
intra-específico as relações entre alelos podem não corresponder a dicotomias
estritas, o que pode diminuir o poder das árvores em representar as verdadeiras
relações entre os haplótipos (Bandelt et al., 1995).
O programa AIS (Miller, 2005) foi utilizado para testar o isolamento por
distância e descontinuidades espaciais na diversidade genética, levando em
consideração não só os dados genéticos como também as informações de
coordenadas geográficas. O teste de Mantel (Mantel, 1967), que determina a
significância entre as distâncias geográfica e genética, e a análise de auto-
correlação espacial foram realizados.
Para a construção de árvores filogenéticas foi utilizado o programa phyML
(Guindon et al., 2005) capaz de construir filogenias a partir de seqüências de mtDNA
e nDNA utilizando o recurso da máxima verossimilhança, considerando para cada
conjunto de dados um modelo evolutivo diferente. A edição das árvores foi realizada
no software TreeExplorer, implementado também no MEGA 4.0.
39
3
3
.
.
R
R
E
E
S
S
U
U
L
L
T
T
A
A
D
D
O
O
S
S
3.1.
P
ROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS
A extração de DNA genômico a partir das amostras de sangue e tecido foi
realizada, em sua maioria, com êxito. Porém, as amostras de osso e pêlo, assim
como aquelas oriundas de espécimes de museu, renderam muito pouco DNA. O
êxito da extração mostrou-se dependente, portanto, da qualidade do material
recebido (carcaça, no caso de atropelamento, ou pele, no caso de museu, onde as
amostras são de décadas atrás), assim como tempo e modo de estocagem, que
variam bastante. Nestes casos, o DNA foi obtido em baixas quantidades e, na
maioria das vezes, degradado, fato que restringiu o tipo de análise possível para
estas amostras (somente análise com mtDNA é possível quando há pouco DNA,
devido às múltiplas cópias da organela por célula). Em média, para cada amostra
extraída, foi obtido um volume final de 60-100 µl, com cerca de 20-100 ng/µl de DNA
genômico. Para as amostras degradadas ou com rendimento baixo, foi obtido um
volume médio de 20-50 µl, com cerca de 0,5-5 ng/µl.
Todas as amostras, quando submetidas à técnica de PCR, permitiram a
amplificação satisfatória das regiões mitocondriais HVI e CytB. A primeira foi
amplificada com os dois conjuntos de primers BrDI-L/BrDI-H e Pro-L/H16498,
gerando bandas de aproximadamente 400 pares de bases (pb). O fragmento do
gene CytB foi amplificado com os conjuntos de primers XL14766/CytB-H e CytB-
L/CytB-H, gerando bandas de cerca de 500 pares de bases (fig. 6A). Após a
padronização das reações, todas as amostras apresentaram banda única
(específica) na visualização no gel de agarose.
O seqüenciamento automático gerou leituras de boa qualidade para todas as
amostras, variando em número de 4 a 12 para cada indivíduo. Após a correção e
corte de todas as seqüências, um fragmento de 450 pb foi gerado para a região HVI,
e 555 pb para CytB, totalizando 1005 pb estudados para o genoma mitocondrial.
Um exemplo do eletroferograma com os picos correspondentes às leituras de
fluorescência para região HVI pode ser visualizado na fig. 7A.
O alinhamento das seqüências obtidas de M. tridactyla com a seqüência de
Tamandua tetradactyla, o tamanduá-mirim, organismo mais próximo à espécie
40
estudada cujo genoma mitocondrial está disponível no GenBank sob número de
acesso NC004032 (Arnason et al., 2002), revelou a seguinte correspondência de
bases: para HVI, o número 1 corresponde ao número 15.854 do T. tetradactyla,
dentro da região atribuída à D-loop (região controle); e para CytB, o número 1 do
alinhamento corresponde ao 14.759 do mesmo gene para a outra espécie. Foram
observados, entre as duas espécies, alguns indels, que foram considerados quando
alinhados juntos para a finalidade da espécie T. tetradactyla servir de grupo externo
às análises de filogenia, apresentadas no decorrer dos resultados.
Os resultados para o conjunto de dados mitocondriais serão apresentados ora
separados (descrição de haplótipos encontrados para cada região), o que permite
uma análise mais descritiva da natureza do marcador, ora juntos (HVI+CytB), para
melhor entendimento e otimização dos dados, uma vez que em conjunto os
marcadores apresentam maior quantidade de informação.
Para os marcadores nucleares utilizados, a amplificação se mostrou muito
mais delicada e difícil, e nem todas as amostras foram amplificadas com sucesso,
ainda que testadas inúmeras mudanças de concentração nos reagentes e
adjuvantes. Isso forçou a exclusão de análise de alguns indivíduos de cada
população. No caso da população amazônica (AM), todos os indivíduos foram
excluídos, lembrando que, como são todos espécimes conservados em museu
(coletados há décadas atrás), o DNA obtido estava grandemente degradado, o que
implica na dificuldade de se obter moléculas de DNA íntegras para as regiões
estudas, uma vez que o nDNA tem cópia única. Ao todo, 47 indivíduos foram
amplificados com sucesso para o gene autossômico RAG2, cujo produto apresentou
cerca de 700 pb (fig. 6B).
41
Figura 6 – Gel de agarose 0.8% mostrando o produto
de PCR para o fragmento do gene CytB (A) e RAG2
(B). A primeira coluna de cada linha do gel
corresponde ao marcador de peso molecular 1 Kb Plus
DNA Ladder, Invitrogen.
Para o íntron do gene PLP, apenas 34 indivíduos foram amplificados, com produto
de aproximadamente 500 pb, e 34 indivíduos (somente os machos) para o íntron do
gene AMELY, do cromossomo Y, com produto de cerca de 600 pb, cada qual com o
conjunto de primers anteriormente descrito.
As seqüências de qualidade geradas, depois de corrigidas para possíveis
artefatos do seqüenciamento automático, e cortadas de modo a colocar todas as
seqüências de um mesmo tamanho, deram um fragmento de 745 pb para RAG2,
583 pb para iAMELY e 475 pb para iPLP. Todas as leituras de RAG2 e iPLP foram
analisadas pelo pacote phredPhrap/polyPhred/Consed, devido à possibilidade de
encontrar sítios variáveis heterozigotos (SNPs), uma vez que são genes
autossômicos. Na figura 7B pode-se visualizar um SNP (dois picos pequenos) para
um sítio de RAG2. Como são marcadores diferentes de regiões diversas, e contém
disparidade dos indivíduos que foram seqüenciados ou excluídos, estes marcadores
serão analisados separadamente.
A
B
42
A
B
Figura 7 – Leituras do seqüenciamento automático para HVI (A), onde se observa uma
leitura com o primer direto e outra com o primer reverso; e RAG2 (B), onde é mostrado um
sítio homozigoto em azul (base marcada em azul), e um heterozigoto em vermelho (base
marcada em rosa).
Como somente machos deveriam ser seqüenciados para o fragmento
iAMELY, todos os indivíduos foram sexados por métodos moleculares, e os
resultados se encontram no Anexo I (relação de todos os indivíduos). Desta forma,
somente machos foram submetidos à análise. Uma particularidade desta análise foi
a constatação, após repetidas tentativas de sexagem, de que dois indivíduos
sexados em campo como fêmeas são na verdade machos (indivíduos sublinhados
no Apêndice I), pois amplificaram, todas as vezes, o gene SRY. Esse é um erro
aparentemente possível e comum, uma vez que a genitália de tamanduás (e
também preguiças) é de difícil visualização para um diagnóstico preciso de gênero,
principalmente na fase juvenil, que é o caso de um dos tamanduás que foram
provavelmente sexados erroneamente.
3.2.
C
ARACTERÍSTICAS DAS SEQÜÊNCIAS E VARIABILIDADE GENÉTICA DE
M.
TRIDACTYLA
A tabela 3 mostra a distribuição das amostras e dos haplótipos encontrados
para os fragmentos de mtDNA. Indivíduos de 21 localidades, 9 estados brasileiros
foram acessados. A região HVI revelou um total de 19 haplótipos para 77 indivíduos
estudados. O haplótipo mais comum, HVI7 apareceu na maioria das populações
43
estudadas (estados de Minas Gerais, Goiás, São Paulo, Mato Grosso e Mato Grosso
do Sul, ao longo dos biomas do Cerrado e Pantanal), incluindo 40 indivíduos. Os
únicos espécimes que não demonstraram conter este haplótipo são os procedentes
do bioma amazônico e do estado do Paraná. Dentre os outros 18 haplótipos, a
maioria é composta por haplótipos que se diferenciam do mais comum por apenas
uma mutação, sendo também na maioria únicos (apenas um indivíduo por
haplótipo).
O mesmo padrão ocorre para o fragmento do gene CytB, que revelou, ao
todo, 12 haplótipos. Já é esperado, por restrição funcional da proteína codificada,
que este gene apresente menor número de mutações, e, portanto, menos haplótipos
que a região Hipervariável I. O haplótipo mais comum englobou um total de 59
indivíduos, compartilhado entre todas as populações de todos os biomas. Os outros
haplótipos, assim como para HVI, são compostos na maioria por mutações únicas e
ocorrência em um só indivíduo.
Pode-se observar que a maioria dos haplótipos obtidos está dentro do bioma
Cerrado, uma área de grande diversidade para a espécie. Porém deve ser lembrado
que neste bioma a amostragem foi maior, portanto os resultados podem ter tido
influência da disparidade de amostras entre os biomas.
Quando os fragmentos mitocondriais foram analisados juntos (HVI+CytB =
1005pb), um total de 29 haplótipos foi encontrado. A lista dos sítios polimórficos para
os marcadores mitocondriais (assim como os nucleares) encontra-se no Apêndice II.
Apesar da ocorrência de uma defasagem amostral entre as localidades
estudadas, onde amostras do Cerrado, principalmente do Parque Nacional da Serra
da Canastra, e do Parque Nacional das Emas, são predominantes, pode-se observar
que uma alta diversidade genética foi amostrada. Com maior esforço de coleta e
maior número de amostras em localidades diferentes, é provável que se possa
capturar ainda mais desta diversidade, o que não nos impede, entretanto, de
trabalhar os dados obtidos com confiança e resguardando sua limitação..
As tabelas seguintes (4 e 5) mostram a distribuição dos haplótipos para os
marcadores nucleares RAG2 e iAMELY, além de mostrar quais indivíduos de quais
localidades foram seqüenciados. O marcador iPLP foi excluído da análise por dois
motivos: poucos indivíduos puderam ser seqüenciados, devido às dificuldades
técnicas de amplificação já mencionadas, e, além disso, a diversidade genética
encontrada para o marcador foi muito baixa (apenas dois haplótipos), o que indica
44
que o fragmento em questão não é um marcador informativo para a espécie do
tamanduá-bandeira. Como este fragmento se encontra no cromossomo X, que é
altamente conservado, este resultado é realmente esperado.
No caso do marcador autossômico RAG2, a fim de mostrar os haplótipos
reconstruídos pelo programa PHASE v2.0 a partir dos genótipos seqüenciados,
todas as seqüências foram duplicadas (47 indivíduos = 94 seqüências),
considerando cada par delas representantes de um par de cromossomos
homólogos.
- 45 -
Tabela 3. Distribuição das amostras e dos haplótipos encontrados: Estado brasileiro e município (ou região, como Parques Nacionais –
PARNA’s – que englobam mais de um município) com bioma oficial correspondente, número amostral, e distribuição dos haplótipos de HVI e
CytB encontrados nos 77 indivíduos estudados de Myrmecophaga tridactyla. *CE: Cerrado; AM: Floresta Amazônica; PT: Pantanal.
Haplótipos HVI
Haplótipos CytB
Estado (UF) Município Bioma* N
1
2 3
4 5
6 7 8
9
1
0
1
1
1
2
1
3
1
4
1
5
1
6
1
7
1
8
1
9
1 2 3
4
5
6
7
8
9
1
0
1
1
1
2
PARNA Canastra CE
16
1
9
1
2
1
1 1
13
1 1
1
Araxá CE
1
1
1
Uberlândia CE
1
1
1
Piumhi CE
1
1
1
Dores do Indaiá CE
1
1
1
Minas Gerais (MG)
Doresópolis CE
1
1
1
PARNA Emas CE
27
1
20
1
1
1
1 1 1
21
1
3
1 1
Goiás (GO)
Cristalina CE
1 1
1
São Paulo (SP)
São José do Rio Preto CE
6
5
1
5 1
Vila Rica AM
1 1
1
Poconé PT
3
1 1
1
2
1
Mato Grosso (MT)
Nova Xavantina CE
4 3
1
4
Telêmaco Borba CE
2
1
1
2
Jaguariaíva CE
2 2
2
Paraná (PR)
Piraí do Sul CE
1
1
1
Mato Grosso do Sul (MS)
Corumbá PT
2
1
1
1
1
Belém AM
1
1
1
Oriximiná AM
1
1
1
Pará (PA)
Ilha do Marajó AM
2 2
2
Roraima (RR)
Caracaraí AM
1
1
1
Amapá (AP)
Mazagão AM
2
2
1 1
9 21 3 77 9
5 1
1
1
4
40 1
2
3
1
2
1
1
1
1
1
1
1
59 1
4 1
1
1
3
1
1
2
2
1
- 46 -
Tabela 4. Distribuição dos haplótipos reconstruídos a partir dos genótipos para o gene
autossômico RAG2. Estado brasileiro e município com bioma oficial correspondente, número
amostral, e distribuição dos haplótipos encontrados no total de 47 indivíduos (94
seqüências) estudados para o lócus.
Haplótipos
RAG2
Estado (UF) Município Bioma
N
1 2 3 4 5 6 7 8
PARNA Canastra CE
28 22
2 1 1
1
1
Araxá CE
2 2
Minas Gerais (MG)
Doresópolis CE
2 2
PARNA Emas CE
36 26
4 4 1
1
Goiás (GO)
Cristalina CE
2 2
São Paulo (SP)
São José do Rio Preto CE
10 7 2 1
Paraná (PR)
Telêmaco Borba CE
2 2
Nova Xavantina CE
2 1 1
Mato Grosso (MT)
Poconé PT
6 3 1 1 1
Mato Grosso do Sul (MS)
Corumbá PT
4 3 1
6 10 2 94 70
10 8 1 1
1
1
2
Tabela 5. Distribuição dos haplótipos do íntron do gene AMELY. Estado brasileiro e
município com bioma oficial correspondente, número amostral, e distribuição dos haplótipos
encontrados no total de 34 indivíduos machos estudados para o lócus.
Haplótipos
iAMELY
Estado (UF) Município Bioma
N
1 2 3 4 5 6 7 8 9
PARNA Canastra CE
8 1 2
1 1
3
Araxá CE
1 1
Minas Gerais (MG)
Doresópolis CE
1 1
Goiás (GO)
PARNA Emas CE
14 8 2
3
1
São Paulo (SP)
São José do Rio Preto CE
4 1
1
2
Poconé PT
3 1
1
1
Mato Grosso (MT)
Nova Xavantina CE
1 1
Paraná (PR)
Telêmaco Borba CE
1 1
Mato Grosso do Sul (MS)
Corumbá PT
1 1
6 9 3 34 11
5
1
1 1
4
9
1
1
Como se pode observar, para estas análises, somente indivíduos do Cerrado
e Pantanal foram utilizados, totalizando 9 localidades ao longo dos estados
brasileiros. Foram encontrados 8 haplótipos para o gene RAG2, o mais comum
presente em todas as localidades acessadas. Em iAMELY, um total de 9 haplótipos
foi encontrado.
47
A fim de se analisar a diversidade genética das populações e da amostra
total, foram estimados os parâmetros de diversidade genética mostrados nas
tabelas a seguir (6 e 7).
- 48 -
Tabela 6. Índices de diversidade molecular gerados por DNAsp 4.0 e Arlequin 3.11 para seqüências de HVI (450pb) e CytB (555pb) das
populações definidas para M. tridactyla. CE MG: Cerrado de Minas Gerais (PARNA Canastra, Araxá, Uberlândia, Piumhi, Dores do Indaiá,
Doresópolis); CE GO: Cerrado de Goiás (PARNA Emas e Cristalina); CE SP: Cerrado de São Paulo (São José do Rio Preto); CE MT: Cerrado
de Mato Grosso (Nova Xavantina); CE PR: Cerrado do Paraná (Telêmaco Borba, Jaguariaíva e Piraí do Sul); PT: Pantanal do Mato Grosso e
Mato Grosso do Sul (Poconé e Corumbá); AM: Floresta Amazônica do Mato Grosso, Pará, Roraima e Amapá (Vila Rica, Belém, Oriximiná, Ilha
do Marajó, Caracaraí e Mazagão).
N
1
NH
2
S
3
Ts
4
Tv
5
H
6
Π
7
K
8
HVI
CE MG 21 9 9 8 1 0,6810 +/- 0,1131 0,003471 +/- 0,002407 1,561905 +/- 0,970212
CE GO 28 9 8 7 1 0,4974 +/- 0,1166 0,002116 +/- 0,001660 0,952381 +/- 0,671099
CE SP 6 2 2 2 0 0,3333 +/- 0,2152 0,001481 +/- 0,001506 0,666667 +/- 0,586894
CE MT 4 2 1 1 0 0,5000 +/- 0,2652 0,001111 +/- 0,001378 0,500000 +/- 0,001378
CE PR 5 3 3 3 0 0.8000 +/- 0.1640 0.003111 +/- 0.002647 1,400000 +/- 1,018847
PT 5 3 4 4 0 0,8000 +/- 0,1640 0,004889 +/- 0,003768 2,200000 +/- 1,450315
AM 8 4 4 3 1 0,7857 +/- 0,1127 0,002937 +/- 0,002316 1,321429 +/- 0,914841
Total 77 19 16 13 3 0,7139 +/- 0,0538 0,003305 +/- 0,002237 1,487355 +/- 0,908463
CytB
CE MG 21 4 3 2 1 0,2714 +/- 0,1242 0,000515 +/- 0,000637 0,285714 +/- 0,316536
CE GO 28 6 9 5 4 0,4365 +/- 0,1129 0,001945 +/- 0,001470 1,079365 +/- 0,732744
CE SP 6 2 1 1 0 0,3333 +/- 0,2152 0,000601 +/- 0,000791 0,333333 +/- 0,380058
CE MT 4 1 0 0 0 0,0000 +/- 0,0000 0,000000 +/- 0,000000 0,000000 +/- 0,000000
CE PR 5 1 0 0 0 0,0000 +/- 0,0000 0,000000 +/- 0,000000 0,000000 +/- 0,000000
PT 5 4 3 3 0 0,9000 +/- 0,1610 0,002162 +/- 0,001914 1,200000 +/- 0,908496
AM 8 2 1 1 0 0,5714 +/- 0,0945 0,001030 +/- 0,001054 0,571429 +/- 0,513440
Total 77 12 14 9 5 0,4115 +/- 0,0713 0,001238 +/- 0,001055 0,686945 +/- 0,528222
1
Número amostral;
2
Número de haplótipos;
3
Número de substituições;
4
Transições ;
5
Transversões;
6
Diversidade haplotípica;
7
Diversidade nucleotídica,
8
Número médio de diferenças par-a-par.
49
Tabela 7. Índices de diversidade molecular gerados por DNAsp 4.0 e Arlequin 3.11 para seqüências de RAG2 (745pb) e iAMELY (583pb) das
populações definidas para M. tridactyla. CE MG: Cerrado de Minas Gerais; CE GO: Cerrado de Goiás; CESP: Cerrado de São Paulo;
CEMT:Cerrado de Mato Grosso; CE PR: Cerrado do Paraná; PT: Pantanal do Mato Grosso e Mato Grosso do Sul.
1
Número amostral;
2
Número de haplótipos;
3
Número de substituições;
4
Transições ;
5
Transversões;
6
Diversidade
haplotípica;
7
Diversidade nucleotídica,
8
Número médio de diferenças par-a-par.
RAG2 N
1
NH
2
S
3
Ts
4
Tv
5
H
6
Π
7
K
8
CE MG 16 6 4 2 2 0,3427 +/- 0,1068 0,070901 +/- 0,073338 0,425403 +/- 0,394950
CE GO 19 5 4 4 0 0,4452 +/- 0,0933 0,082029 +/- 0,079844 0,492176 +/- 0,430558
CE SP 5 3 2 2 0 0,5111 +/- 0,1643 0,092593 +/- 0,092901 0,555556 +/- 0,490686
CE MT 1 1 0 0 0 0,0000 +/- 0,0000 0,000000 +/- 0,000000 0,000000 +/- 0,000000
CE PR 1 1 0 0 0 0,0000 +/- 0,0000 0,000000 +/- 0,000000 0,000000 +/- 0,000000
PT 5 4 3 3 0 0,6444 +/- 0,1518 0,125926 +/- 0,113512 0,755556 +/- 0,599907
Total
47 8 6 4 2 0,4306 +/- 0,0604 0,082323 +/- 0,078789 0,493937 +/- 0,426526
iAMELY
N
1
NH
2
S
3
Ts
4
Tv
5
H
6
Π
7
K
8
CE MG 10 5 3 3 0 0,8444 +/- 0,0796 0,002439 +/- 0,001834 1,422222 +/- 0,945660
CE GO 14 4 2 2 0 0,6484 +/- 0,1163 0,001470 +/- 0,001238 0,857143 +/- 0,642857
CE SP 4 3 2 2 0 0,8333 +/- 0,2224 0,002001 +/- 0,001901 1,166667 +/- 0,927961
CE MT 1 1 0 0 0 0,0000 +/- 0,0000 0,000000 +/- 0,000000 0,000000 +/- 0,000000
CEPR 1 1 0 0 0 0,0000 +/- 0,0000 0,000000 +/- 0,000000 0,000000 +/- 0,000000
PT 4 4 5 5 0 1,0000 +/- 0,1768 0,005146 +/- 0,004023 3,000000 +/- 1,963961
Total
34 9 5 5 0 0,8093 +/- 0,0399 0,002424 +/- 0,001691 1,413547 +/- 0,886632
- 50 -
Como esperado, a quantidade observada de transversões foi sempre menor
que a quantidade de transições (tabelas 6 e 7), e quando ocorreu, não resultou em
mudança do grupo bioquímico ou mesmo do próprio aminoácido codificado
(mutações silenciosas), o que deve ser condizente com a condição de fragmento
codificador de parte dos marcadores (CytB e RAG2).
Em geral, a maior diversidade haplotípica entre todas as amostras foi mais
bem “capturada”, ou melhor visualizada, com os marcadores HVI e iAMELY. Este
resultado é também esperado, uma vez que ambos, por não serem seqüências
codificadoras de genes, permitem maior variação neutra ao longo de suas
seqüências.
Para as populações nas quais foi encontrado somente um haplótipo ou
somente um indivíduo (CytB: CEMT, CEPR; RAG2: CEMT, CEPR; iAMELY: CEMT,
CEPR) não foi possível o cálculo dos índices de diversidade (pois todos resultaram
em zero), mas ainda sim estes indivíduos foram incluídos nas análises de
agrupamentos de populações e/ou grupos, adiante nos resultados.
Pode-se observar, entre todos os conjuntos de dados apresentados, um
padrão entre a menor e a maior diversidade haplotípica encontrada: a menor é, na
maioria dos casos, das populações CEMT e CEPR. Devido a significância
estatística, não há diferenças concretas entre as diversidades encontradas nas
populações CEGO e CEMT.. Deve-se lembrar sempre, porém, que há um desnível
numérico entre o tamanho das populações amostradas, e que estes índices,
portanto, devem ser considerados com cuidado.
A maior diversidade haplotípica é, em todos os casos, da pequena amostra
do bioma Pantanal. Para HVI, as populações PT e as demais têm, estatisticamente,
o mesmo valor de H, porém os outros índices apontam para a população pantaneira
como a mais diversa, tendo maior diversidade nucleotídica (π), indicando mais sítios
polimórficos e diferenças entre os haplótipos, além do maior número médio de
diferenças par-a-par (K), que indica uma maior quantidade esperada de
polimorfismos entre as seqüências.
As populações com grande número amostral, CEMG e CEGO, cujas
amostras são oriundas majoritariamente de unidades de conservação, demonstram
índices de diversidade também elevados, compatíveis com a quantidade de
indivíduos analisados. É aparente que nestes locais a diversidade genética tenha
51
sido bem amostrada, e que não seja necessário um aumento significativo do
número amostrado para que se atinja uma diversidade próxima do real.
3.3
–
E
STRUTURAÇÃO GENÉTICA EM
M.
TRIDACTYLA
Foram realizados testes de AMOVA (análise de variância molecular)
considerando alguns agrupamentos entre as populações definidas, a fim de
entender melhor a partição da variação genética encontrada quando se considera
grupos que englobam populações.
Os agrupamentos, a priori, foram baseados no bioma de origem de cada
população de indivíduos, e são os seguintes: nenhum grupo, onde todas as
populações formam um só grupo; dois grupos, onde as sub-populações do Cerrado
(CEMG, CEGO, CEMT, CESP, CEPR) se agrupam formando uma só população
considerada como representante do bioma, agrupada ora com a população única do
Pantanal (CE+PT/AM), ora com a população única da Amazônia (CE+AM/PT); e
finalmente três grupos, onde cada um dos biomas constitui um grupo diferente
(CE/PT/AM).
Para os loci nucleares, RAG2 e iAMELY, somente os agrupamentos do bioma
Cerrado e do bioma Pantanal como um só grupo (CE+PT) ou como grupos
separados (CE/PT) foram possíveis, pois não há dados da população amazônica
nestes casos, uma vez que não houve sucesso no seqüenciamento dos fragmentos
dos mesmos.
52
Tabela 8. Resultados da análise de variância molecular (AMOVA) a partir das seqüências
de mtDNA, HVI e CytB, juntos. GL= Graus de Liberdade, SQ= Soma dos Quadrados.
Agrupamento
HVI+CytB*
Fonte de Variação GL SQ
Componentes
de Variância
% da
variação
total
φ
ST
Entre populações 6 17.244 0.19750 17.45
Dentro de populações 70 65.380 0.93400 82.55
0.17455
TOTAL
76 82.623 1.13150
Entre Grupos 1 8.665 0.48900 32.57
Entre pop. dentro de grupos 5 8.579 0.07854 5.23
0.37797
Dentro de populações 70 65.380 0.93400 62.20
TOTAL
76 82.623 1.50153
Entre Grupos 1 2.143 0.00501 0.44
Entre pop. dentro de grupos 5 15.101 0.19670 17.32
0.17761
Dentro de populações 70
65.380 0.93400 82.24
TOTAL
76 82.623 1.13571
Entre Grupos 2 10.636 0.34274 25.53
Entre pop. dentro de grupos 4 6.608 0.06578 4.90
0.30429
Dentro de populações 70 65.380 0.93400 69.57
Nenhum
CE+PT/AM
CE+AM/PT
CE/PT/AM
TOTAL
76 82.623 1.34253
*CE= Cerrado; PT= Pantanal; AM= Floresta Amazônica.
Tabela 9. Resultados da análise de variância molecular (AMOVA) a partir das seqüências
de RAG2 e iAMELY. GL= Graus de Liberdade, SQ= Soma dos Quadrados.
Agrupamento
RAG2*
Fonte de Variação GL SQ
Componentes de
Variância
% da
variação
total
φ
ST
Entre populações 5 0.869 -0.00590 -2.41
Dentro de populações 88 22.099 0.25113 102.41
-0.02405
TOTAL
93 22.968 0.24523
Entre Grupos 1 0.199 0.00087 0.35
Entre pop. dentro de grupos 4 0.670 -0.01414 -5.78
-0.01992
Dentro de populações 41 14.599 0.09825 105,43
Nenhum
(CE+PT)
CE/PT
TOTAL
93 22.968 0. 24622
Agrupamento
iAMELY*
Fonte de Variação GL SQ
Componentes de
Variância
% da
variação
total
φ
ST
Entre populações 5 5.102 0.07608 10.47
Dentro de populações 28 18.221 0.65077 89.53
0.10467
TOTAL
33 23.324 0.72684
Entre Grupos 1 1.057 0.00774 1.06
Entre pop. dentro de grupos 4 4.045 0.07383 10.08
0.11138
Dentro de populações 28 18.221 0.65077 88.86
Nenhum
(CE+PT)
CE/PT
TOTAL
33 23.324 0.73233
*CE= Cerrado; PT= Pantanal.
Nota-se, nas tabelas 8 e 9, que para todos os casos, para todos os
marcadores e todos os agrupamentos, a percentagem da variação genética total é
muito maior dentro das populações do que fora delas, entre grupos ou entre
populações.
53
Para os dados mitocondriais, onde a população amazônica pôde ser
analisada, é possível observar que os agrupamentos que encontraram maior
variação entre grupos foram os que isolaram a população da Amazônia como um
grupo separado. Em especial, a separação dos grupos CE+PT/AM pôde explicar
32,57% da variação encontrada nas amostras, enquanto que a separação em três
grupos, CE/PT/AM, revelou 25,53% da variação. Em ambos os casos, parece mais
coerente afirmar que há realmente a presença de grupos ao longo da distribuição
geográfica das amostras analisadas neste trabalho, do que considerar todas como
um só grupo, pois neste modelo (nenhum agrupamento) apenas 17,45% da
variação encontrada no mtDNA pôde ser explicada na categoria “entre populações”.
Em contrapartida, é possível observar também que as evidências para se
considerar a população do Pantanal como um grupo separado, somente pelo bioma,
são fracas (HVI+CytB= CE+AM/PT, 0,44%; RAG2 e iAMELY= CE/PT, 0,35% e
1,06%, respectivamente), e o mais coerente é considerá-la formando um só grupo
com o Cerrado.
A população do Pantanal, como foi observado até agora, é a mais diversa
geneticamente, levando em consideração o pequeno número amostral estudado.
Por esta razão, é possível que parte da variação genética fique retida nestes
indivíduos quando se analisa a partição da diferença genética. A fim de se visualizar
com mais clareza a questão do agrupamento separado das populações do Cerrado
e da população da Amazônia, uma análise de AMOVA foi realizada com a exclusão
da população do Pantanal, considerando somente o grupo CE+AM ou dois grupos,
CE/AM. Esta análise foi feita somente com os dados de mtDNA, pois para os outros
fragmentos não há seqüências da população AM. Os resultados são mostrados na
tabela 10.
Tabela 10. Resultados da análise de AMOVA para dados de mtDNA (HVI+CytB), com
exclusão da população oriunda do Pantanal.
% da Variação
Fonte de Variação
1 grupo
CE+AM
2 grupos
CE/AM
Entre populações/Entre grupos 18,47 33,79
Entre pop. dentro de grupos - 4,84
Dentro de populações 81,53 61,37
φ
ST
0.18471 0.38628
54
Observa-se que, ao retirar a população do Pantanal das análises, a
percentagem da variação genética encontrada entre grupos (CE/AM) aumenta
ligeiramente quando se divide os grupos Cerrado e Floresta Amazônica em
comparação ao mesmo agrupamento quando a população do Pantanal estava
inclusa. Da mesma forma aumenta o valor de φST
encontrado (0,38628). A
quantidade de variação encontrada entre populações ao manter juntos CE+AM, por
sua vez, é bastante inferior em relação à outra hipótese, assim também como seu
φST. Os dados continuam mostrando, portanto, uma possível estruturação entre os
tamanduás da Amazônia e do Cerrado.
Para eliminar a possibilidades que estes resultados estejam sendo desviados
do real pelo viés de amostragem das populações do PARNA Serra da Canastra e
PARNA Emas, CEMG e CEGO (as mais populosas), foram feitos testes de AMOVA
com os exatos agrupamentos descritos anteriormente para os marcadores
mitocondriais, porém excluindo-se as duas populações mencionadas. Assim, a
população do grupo Cerrado, nas análises, passou a ser composta apenas das sub-
populações CEMT, CEPR e CESP, e as populações dos biomas Pantanal e
Amazônia foram preservadas. Os resultados são mostrados na tabela 11.
Tabela 11. Resultados da análise de AMOVA para dados de mtDNA (HVI+CytB), com
exclusão das populações CEMG e CEGO.
% da Variação
Fonte de Variação
Sem
grupos
2 grupos
CE+AM/PT
2 grupos
CE+PT/AM
3 grupos
CE/PT/AM
Entre grupos - 16,33 17,12 20,51
Entre pop. dentro de grupos
26,83 18,00 15,75 9,91
Dentro de populações 73,17 65,67 67,13 69,58
φ
ST
0, 26829 0, 34331 0, 32869 0, 30423
Em todos os casos, a percentagem da variação genética dentro das
populações continuou sendo muito maior do que a variação entre populações ou
entre grupos. Quando não foi assinalado nenhum grupo, a percentagem de variação
entre as populações foi maior (26,83%), do que quando se assinalou grupos.
Porém, quando se separou as populações em grupos, a maior porcentagem da
variação foi para o grupo onde a população amazônica (AM) foi separada do
Cerrado e do Pantanal (CE/PT/AM, 20,51%). Os outros valores de variação entre
55
grupos foram muito similares para serem considerados como distintos. Os valores
de φST não acompanharam os maiores valores de percentagem de variação, como
aconteceu nas análises anteriores. Uma explicação para isso é que uma boa parte
dos haplótipos encontrados estavam contidos nas populações CEGO e CEMG,
principalmente oriundos de mutações únicas. Com a exclusão destas amostras, a
diversidade de haplótipos entre todas as populações, além do Cerrado, ficou melhor
distribuída.
É possível observar também que a variação entre populações dentro de
grupos aumentou comparativamente às análises de AMOVA em que as populações
CEMG e CEGO estavam incluídas. Isso pode indicar que elas talvez possam
desviar um pouco as estatísticas por conterem bastante diversidade entre seus
numerosos indivíduos.
Foi realizada também uma AMOVA com apenas os indivíduos que foram
seqüenciados para todos os marcadores (HVI+CytB, RAG2 e iAMELY), a fim de se
poder comparar diretamente os resultados obtidos sem problemas de quantidade de
amostragem entre as populações. A tabela 12 mostra os resultados obtidos.
Para os marcadores nucleares, RAG2 e iAMELY, as percentagens de
variação foram similares àquelas obtidas para as análises com todos os indivíduos,
sendo incapazes, principalmente o marcador RAG2, de demonstrar ou detectar
alguma estruturação nos grupos assinalados.
Já para os dados de DNA mitocondrial, a porcentagem da variação genética
diminuiu bastante, tanto para onde foram considerados grupos separados o Cerrado
e o Pantanal, quanto quando não se considera grupos. Neste último caso foi
constatada incapacidade total de encontrar estruturação, enquanto para o outro,
uma pequena estruturação foi encontrada (15,40% da variação genética). Os
valores numéricos mudaram quando foram considerados menos indivíduos, porém o
padrão geral ainda é concordante com os resultados de AMOVA obtidos com todos
os indivíduos seqüenciados para o mtDNA.
56
Tabela 12. Resultados da análise de AMOVA para dados de mtDNA (HVI+CytB), e
nucleares (RAG2 e iAMELY) considerando apenas indivíduos que têm todos estes
marcadores seqüenciados.
% da Variação
Fonte de Variação
1 grupo
CE+PT
2 grupos
CE/PT
HVI+CytB
Entre grupos -4,63 15,40
Entre pop. dentro de grupos - -8,87
Dentro de populações 104,63 93,47
φST
-0, 04629 0, 06527
RAG2
Entre grupos -2,29 -2,65
Entre pop. dentro de grupos - -1,52
Dentro de populações 102,29 104,17
φST
-0, 02293 -0, 04170
iAMELY
Entre grupos 11,76 -0,49
Entre pop. dentro de grupos - 11,95
Dentro de populações 88,24 88,54
φST
0, 11758 0, 11459
Uma vez que a variação contida nas amostras é mais bem explicada pelo
grupo Cerrado e Pantanal versus Amazônia, é natural que o φST acompanhe esta
tendência, como acontece na maioria dos casos. O φST mais alto entre as tabelas 8
e 9 (0.37797) ocorreu para o agrupamento CE+PT/AM, nos dados de AMOVA
mitocondriais.
O φST também foi calculado para cada par de populações, com o objetivo de
medir a diferenciação genética entre elas. Valores significativos de φST foram
encontrados somente para os loci mitocondriais (tabela 13) e para o íntron iAMELY
(tabela 14). Os valores encontrados para RAG2 também são mostrados, mas não
foram estatisticamente significativos.
O resultado de diferenças par-a-par entre as populações mostrou,
novamente, uma estruturação com valores significativos de φST para as amostras
da Amazônia contra as populações de Cerrado e Pantanal. Foram significativos os
índices para as populações CEMG, CEGO, CESP e PT quando analisados com a
população AM, sendo o maior φST contra a população CESP, 0,44949, e o menor
para a população PT, 0,36288. Estes dados corroboram para a hipótese de
estruturação entre indivíduos da Floresta Amazônia e do grupo formado pelo
Cerrado e Pantanal. Outros valores de φST também foram significativos entre as
populações CEMT e CEPR contra as outras populações de Cerrado, enquanto não
57
foram significativos entre estas populações e a Floresta Amazônica. É certo que
estas populações estão sub-amostradas e são necessários mais dados para
esclarecer de fato a relação entre elas.
O teste exato de diferenciação das populações também foi feito, e mostrou
exata correspondência com as tabelas 13 e 14 de valores de φST, inclusive quais
valores são significativos (p<0,05) e quais não são. Pela redundância de resultados,
as tabelas com dados do teste serão omitidas. Vale a pena reforçar, entretanto, que
os dados não indicam evidências fortes de diferenciação entre populações de
Cerrado como estão definidas, mas que, ainda assim, os valores pequenos
encontrados foram significativos.
Estes resultados, todavia, são bastante influenciados pela quantidade de
seqüências usadas na análise, pois quanto mais seqüências, melhor funciona o
mecanismo de permutação do teste. Para um resultado mais fiel seriam necessárias
mais amostras de cada localidade.
As análises de redes de haplótipos (networks) calculadas pelo algoritmo
Median-Joining no programa Network 4.0 também foram realizadas para melhor
entender as relações entre os haplótipos encontrados nas localidades coletadas. Os
gráficos para os loci mitocondriais (HVI+CytB), autossômicos (RAG2) e ligados ao Y
(iAMELY) são mostrados na figura 8.
- 58 -
Tabela 13. Valores de diferenciação das populações, φ
ST,
e respectivos valores de significância (p<0.05), indicados como significativos (*)
ou não (-) na hemimatriz da diagonal superior, calculados pelo Arlequin 3.11 (10100 permutações) para os loci HVI e CytB, considerando as
populações definidas por bioma e estado de origem. O método utilizado foi para o calculo de distância entre haplótipos foi diferenças par-a-
par.
HVI+CytB
CEMG CEGO CEMT CEPR CESP PT AM
CEMG
0,00000 - * * - - *
CEGO
0,00070 0,00000 - * - - *
CEMT
0,17818 0,15034 0,00000 - * - -
CEPR
0,21758 0,22282 -0,02601 0,00000 * - -
CESP
-0,05494
-0,05496 0,36970 0,32770 0,00000 - *
PT
0,03674 0,08851 0,24950 0,22078 0,03627 0,00000 *
AM
0,39636 0,39341 0,18410 0,05950 0,44949 0,36288 0,00000
Tabela 14. Valores de diferenciação das populações, φ
ST,
e respectivos valores de significância (p<0.05), indicados como significativos (*)
ou não (-) na hemimatriz da diagonal superior, calculados pelo Arlequin 3.11 (10100 permutações) para o lócus autossômico RAG2 e o
íntron AMELY, considerando as populações definidas por bioma e estado de origem. O método utilizado foi para o calculo de distância
entre haplótipos foi diferenças par-a-par.
RAG2 CEMG CEGO CESP CEPR CEMT PT
CEMG
0,00000 - - - -
CEGO
-0,01097 0,00000 - - - -
CESP
-0,01032 -0,04446 0,00000 - - -
CEPR
-0,30688 -0,27231 -0,25000 0,00000 - -
CEMT
0,15677 0,06517 0,03226 0,00000 0,00000 -
PT
0,00479 -0,02634 -0,09259 -0,26866
-0,03175 0,00000
iAMELY
CEMG CEGO CEMT CEPR CESP PT
CEMG
0,00000 - - - - -
CEGO
0,05942 0,00000 - - * -
CEMT
-0,42222 -0,50000 0,00000 - - -
CEPR
0,45299 0,60000 1,00000 0,00000 - -
CESP
-0,05043 0,24884 0,06667 0,64103 0,00000 -
PT
-0,04783 0,17912 -0,50000 -0,20000
-0,04167 0,00000
- 59 -
Figura 8 – Redes Median-Joining de haplótipos encontrados para três marcadores em M.
tridactyla: (A) HVI+CytB, (B) RAG2 e (C) iAMELY. As cores representam as populações
geográficas às quais pertencem cada parcela dos haplótipos apresentados. CEMG = azul
claro; CEGO = azul escuro; CESP = rosa; CEMT = laranja; CEPR = cinza; PT = vermelho;
AM = verde. Os círculos são proporcionais às freqüências dos haplótipos, e os pontos
pequenos em vermelho representam vetores intermediários hipotéticos criados pelo
algoritmo para resolver a rede. Os números em vermelho são as posições de mutação entre
um e outro haplótipo. O haplótipo da rede A indicado por um asterisco é o mesmo haplótipo
marcado na árvore filogenética (fig. 9).
A
B
C
*
60
Os resultados das análises de redes de haplótipos para os loci mitocondriais
(fig.8A) e RAG2 (fig.8B) mostram a presença de um haplótipo predominante, mais
comum, que é provavelmente um haplótipo relacionado ao ancestral, de caráter
plesiomórfico, pelo menos para as populações do Cerrado. Observa-se que grande
parte dos indivíduos com este haplótipo relacionado ao ancestral é oriunda de
populações do Cerrado (CEMG, CEGO, CESP, CEMT, CEPR), sugerindo que a
partir deste bioma ocorreu a diversificação populacional de M. tridactyla para outros
biomas e localidades. Vale a pena chamar atenção para a diversidade encontrada
nas populações CEMG e CEGO, compostas em sua maioria pelos indivíduos do
Parque Nacional da Serra da Canastra e do Parque Nacional das Emas,
respectivamente, as quais demonstram alta diversidade relativamente às outras
localidades, embora, mencionando novamente, seja preciso uma maior amostragem
das outras localidades para confirmar estes resultados.
É interessante notar que os indivíduos provenientes do bioma Pantanal (em
vermelho) compartilham por vezes o haplótipo ancestral, tanto na matrilinhagem
como pelo nDNA, e têm haplótipos derivados deste, ou de outros indivíduos do
Cerrado, estando presentes em diversos haplogrupos. Esse modelo confirma a
grande diversidade encontrada para este bioma nas outras análises. Por outro lado,
existem haplótipos do Pantanal que não são compartilhados com o Cerrado, e que,
apenas pela amostragem de que dispusemos, não é possível saber com qual/quais
populações estes haplótipos teriam uma identidade compartilhada. Como falta
bastante amostragem na Amazônia (principalmente da Amazônia Ocidental neste
caso), e a origem do bioma Pantanal é múltipla, é difícil compreender, com apenas
estes dados, a real diversidade do bioma.
Os indivíduos provenientes do bioma amazônico mostram uma tendência
oposta, como é possível observar pela rede de haplótipos A, onde estes, em verde,
formam um aglomerado de haplótipos mais distante dos indivíduos do Cerrado e
Pantanal, com exceção somente dos indivíduos da população do Cerrado do Paraná
(CEPR), que compartilham 2 haplótipos com os amazônicos, e um do Cerrado do
Mato Grosso, que compartilha um haplótipo com os amazônicos. Os outros
haplótipos amazônicos são mais derivados e distantes dos haplogrupos do Cerrado.
Com estes dados, parecem mais fortes as evidências para uma divisão geográfica
das populações do Cerrado e da Amazônia, apesar de que o teste de Mantel, de
correlação de distância genética com distância geográfica, não foi significativo.
61
A rede de haplótipos mitocondrial denota uma possível expansão recente da
população de M. tridactyla pela observação de que vários haplótipos únicos se
ramificam a partir de um haplótipo, o plesiomórfico (o tipo de rede de haplótipo com
formato de “estrela”). Para verificar esta hipótese foram realizados os testes de
neutralidade da estatística D de Tajima (Tajima, 1989) e dos índices D e F
S
de Fu e
Li (Fu & Li, 1993). Ambos funcionam bem para dados de seqüências curtas e sem
recombinação, e empregam um algoritmo de simulação de coalescência adaptado
de Hudson (1990). Os resultados destes testes foram significativos para os loci
mitocondriais (HVI+CytB) para todos os casos, resultando em um valor de -2,02108
(p<0,05) para o D de Tajima, -3,33370 (p<0,02) para o D de Fu e Li e -26,340
(p<0,05) para o F
S
de Fu e Li. Os resultados demonstram que há um excesso de
alelos raros nas seqüências mitocondriais de tamanduá-bandeira, e que, portanto,
pode ter acontecido um evento de expansão recente na espécie.
No entanto, estes testes não são significativos quando aplicados para os loci
RAG2 e iAMELY, que visivelmente apresentam menos variação genética que o
conjunto de dados do mtDNA, como é esperado.
.
A hipótese de que o haplótipo mais populoso compartilhado pelas diferentes
populações do Cerrado esteja relacionado ao haplótipo ancestral na espécie, é
também apoiada pela evidência filogenética (fig. 9) quando comparada à espécie
irmã, T. tetradactyla, usada como grupo externo.
A árvore do gene CytB foi acrescentada aqui para ilustrar o fato, e mostra os
haplótipos encontrados para este gene. O haplótipo marcado com um asterisco
(CytB CE 10*) corresponde ao mesmo haplótipo marcado igualmente na rede de
haplótipos A da figura 8. O haplótipo CytB1 é o mais predominante e distribuído
(fig.8), mas é derivado de CytB CE 10, de acordo com a árvore filogenética (fig. 9).
Portanto, o Cerrado parece ser tanto o local de origem da espécie, como também o
local de origem de indivíduos em expansão populacional.
Utilizando a mesma filogenia da figura 9, foi estimado o tempo médio de
divergência entre o Tamandua tetradactyla e Myrmecophaga tridactyla. Para tanto,
as seqüências obtidas de CytB (mais confiável para estimativas de tempo do que
HVI, pela saturação de mutações do último) foram submetidas a um teste de relógio
molecular de Tajima (1993).
62
Figura 9 – Árvore filogenética de máxima verossimilhança dos haplótipos do gene CytB,
construída pelo programa phyML, modelo evolutivo F81, com 500 replicações de bootstrap,
para a espécie do tamanduá-bandeira, enraizada por indivíduo de T. tetradactyla. Os
números correspondem ao haplótipo, e os símbolos aos haplótipos exclusivos de cada
bioma, sendo: círculo (Cerrado), triângulo (Pantanal) e quadrado (Floresta Amazônica). O
símbolo losango preto representa o haplótipo compartilhado por todos os biomas. O
haplótipo marcado com um asterisco (CytB CE 10*) é do Cerrado e é compartilhado por dois
indivíduos procedentes dos dois parques de Cerrado (PARNA Canastra e PARNA Emas),
com mais proximidade com o grupo externo usado.
A hipótese de um relógio molecular não pode ser rejeitada considerando-se
tanto as mutações de transversão quanto de transição, com um valor estatístico de p
= 0.15730, e, portanto, uma taxa constante de evolução molecular foi assumida. A
taxa utilizada para calcular o tempo de divergência foi a taxa média de substituição
para genes mitocondriais estimada por Pesole et al. (1999). O tempo de divergência
encontrado entre os dois táxons foi de 15,5 MYA, um valor não muito distante das
estimativas de Barros et al. (2003), que encontrou 12,9 MYA utilizando o marcador
16S, e das estimativas de Delsuc et al. (2003) e Delsuc et al. (2001), que revelaram
um tempo de 7-14 MYA e 12-15MYA, respectivamente. Vale lembrar que as
estimativas neste estudo foram realizadas com seqüências de apenas uma parte (a
mais variável) do gene Citocromo B, e uma estimativa mais precisa deve ser feita
com um conjunto de dados maior.
CytB CE 12
CytB PT 8
CytB PT 9
CytB CE 7
CytB CE 2
CytB1
CytB CE 11
CytB AM 3
CytB PT 6
CytB CE 5
CytB CE 4
CytB CE 10 *
T.tetradactyla
330
252
248
0.002
63
4
4
.
.
D
D
I
I
S
S
C
C
U
U
S
S
S
S
Ã
Ã
O
O
A espécie Myrmecophaga tridactyla apresentou uma alta diversidade nas
populações dos parques de Cerrado (Parque Nacional da Serra da Canastra e
Parque Nacional das Emas), relativamente às outras populações de Cerrado
estudadas. As populações presentes em unidades de conservação, as quais
demonstraram, inclusive, um padrão de expansão populacional, podem servir de
redutos de diversificação da espécie, onde grande parte da diversidade haplotípica
do Cerrado está contida. Os indivíduos presentes nestas populações podem servir
para recolonização de outros locais dentro do Cerrado, uma vez que se encontrou
apenas uma fraca diferenciação significativa dentro das populações deste bioma, e,
na maioria das vezes, uma menor diversidade genética.
Alternativamente, esses resultados podem ter tido alguma influência da maior
amostragem nestes locais (parques) do que nos outros, levando a uma sub-
estimativa da diversidade contida em outras populações. É necessário, portanto, um
aumento significativo da amostragem para que esta hipótese possa ser resolvida.
Uma amostragem ampla tanto em locais na Amazônia, como também em outros
parques de Cerrado onde haja populações de tamanduá-bandeira devem ser
estudados para que possamos confirmar a hipótese de que os parques de Cerrado
sirvam de redutos de diversidade da espécie no bioma.
De qualquer forma, é importante definir bem estas populações que contém
alta diversidade como populações aptas para servirem como redutos de
diversificação populacional, uma vez que uma das maiores ameaças para o
tamanduá-bandeira no Cerrado é o constante avanço das fronteiras agrícolas, que
tendem a isolar mais e mais as populações dos animais remanescentes. Com
populações diversas preservadas nos parques de Cerrado, pode ser possível uma
revitalização ou manutenção, em longo prazo, da diversidade genética da espécie
no bioma, o que pode direcionar o foco de planos de manejo.
Outra justificativa para este cuidado com as populações diversas de Cerrado
é a indicação de que a espécie tenha origem neste bioma, evidenciada pela relação
mais próxima com um grupo externo filogeneticamente mais antigo e pela rede de
haplótipos, que mostrou o mesmo padrão tanto na matrilinhagem quanto no
marcador nuclear.
64
Considerando sua diversidade, as populações dos parques de Cerrado
devem ser manejadas de modo a conservar sua variação genética. É sabido que os
parques, principalmente o Parque Nacional das Emas, sofrem periodicamente
queimadas de origem natural ou antrópicas, e foi estimado que na queimada de
1994, quando todo o PARNA Emas foi afetado, um mínimo de 330 tamanduás foram
mortos (Silveira et al., 1999). Esses acontecimentos podem levar estas populações a
perderem muito de sua diversidade pelo efeito do fundador, onde somente a
diversidade genética dos indivíduos restantes na população é passada para as
gerações seguintes. Os estudos de Collevati et al. (2007) já revelaram um alto índice
de endogamia quando analisadas, através de microssatélites, amostras de
tamanduás de Emas (muitas destas amostras, inclusive, foram analisadas aqui).
Esse efeito foi atribuído, de fato, aos fogos do parque. No presente trabalho
encontramos que por vezes essa população (CEGO) apresentou menor diversidade
que sua correlata, CEMG, e é por isso que enfatizamos o cuidado e monitoramento
das mesmas. Para uma detecção fidedigna de um gargalo de garrafa populacional, é
preciso, porém, de um estudo mais detalhado, feito com esta população e a
população anterior reconstruída, para saber a real deterioração da diversidade
genética provocada pelo evento de gargalo. Naturalmente, o gargalo populacional é
somente detectado por marcadores genéticos após várias gerações decorridas a
partir do evento (Frankham et al., 2002)
Foi encontrada ao longo de todos os resultados uma alta diversidade dos
indivíduos provenientes do Pantanal. Apesar das poucas amostras coletadas, este
bioma parece ser bastante diverso e compartilhar a diversidade genética com o
Cerrado. Como o bioma Pantanal parece, de fato, ser composto por elementos
agregados de outros biomas, assim como sua fauna e flora é compartilhada com
outros ecossistemas (Prance & Schaller, 1982) estes resultados eram esperados no
sentido de confirmar a natureza mista do Pantanal. Como não há evidências de
estruturação entre as populações pantaneiras e as do Cerrado, estas podem ser
preservadas em conjunto, não há evidências fortes de barreira ao fluxo gênico entre
elas. É preciso, porém, um estudo mais detalhado em relação à identidade do bioma
Pantanal, pois existem haplótipos exclusivos neste bioma, e não sabemos os
detalhes de sua relação com populações adjacentes, como, por exemplo, a
Amazônia Ocidental. Para esclarecer estes pontos, e reforçando novamente, é
preciso aumentar a amostragem, tanto da Amazônia (principalmente Amazônia
65
ocidental, em países como a Bolívia) como dos pontos ao redor, e do Pantanal em
si, onde a espécie ocorre em vários ambientes, como uma densidade de até 0,035
indivíduos/km
2
(Coutinho et al., 1997) tentando capturar melhor a diversidade e
filogeografia do local.
Ao longo da distribuição geográfica amostrada neste estudo, é possível
visualizar uma diferenciação entre os indivíduos localizados no bioma Floresta
Amazônica, e das populações do próprio Cerrado e Pantanal, parecendo haver uma
barreira ao fluxo gênico entre estas duas regiões. Todos os dados demonstram que
há uma provável separação histórica entre elas e que, portanto, os tamanduás de
Cerrado e os tamanduás oriundos de floresta devam ser preservados
separadamente.
É importante lembrar que, para a confirmação desta hipótese uma maior
amostragem deve ser feita, principalmente na Amazônia, coletando mais indivíduos
de uma mesma localidade, em vários pontos, para formar populações mais robustas,
além de coletas de pontos intermediários desta distribuição, para verificar se há um
gradiente de variação genética na espécie que acompanhe a extensão geográfica da
mesma.
Os índices de diversidade genética totais encontrados para M. tridactyla pelo
marcador HVI (h = 0,7139; π = 0,003305) são intermediários aos índices
encontrados para outros taxa da ordem Xenarthra. As preguiças-de-coleira
(Bradypus torquatus), por exemplo, espécie criticamente em perigo de extinção,
distribuídas em fragmentos de Mata Atlântica isolados entre si, exibem níveis de
diversidade menor que os encontrados para o tamanduá-bandeira, revelados por
uma comparação direta feita pelo mesmo marcador (h = 0,5797; π = 0,017634) além
de demonstrarem forte estruturação genética, com índices de φST chegando ao
extremo (1,00000) (Lara-Ruiz et al., 2008), valores maiores que os de tamanduá-
bandeira, que variaram de 0, 17455 a 0,37797.
Por outro lado, os índices encontrados para a espécie deste estudo são
baixos se comparados aos valores encontrados para a espécie do tamanduá-mirim,
Tamandua tetradactyla, uma espécie fora de perigo de extinção, com uma
distribuição ampla ao longo do território brasileiro. Para esta espécie foram
relatados, a partir do mesmo marcador usado neste estudo (HVI), altos índices de
diversidade genética (h = 0,91; π = 0,009), ausência de estruturação genética e forte
evidência de expansão populacional (Batista et al,. dados não publicados). Este
66
último fato se assemelha às populações de parques de Cerrado em tamanduá-
bandeira, apesar do mesmo já apresentar indícios de estruturação entre Cerrado e
Amazônia.
Nossos índices são baixos também se comparados aos índices encontrados
para a espécie Dasypus novencinctus (tatu-galinha) em sua distribuição no Paraguai
(Frutus et al. 2002). Utilizando o marcador CytB, os valores de diversidade genética
foram mais altos que os valores do mesmo marcador encontrados para M. tridactyla:
em D. novencintus a diversidade haplotípica variou de 0,68 a 0,94, enquanto a de M.
tridactyla teve uma média de 0,41, e a diversidade nucleotídica para a primeira foi de
0,003 a 0,005, enquanto para a última foi de 0,001.
Estas comparações podem indicar uma progressiva perda de diversidade
genética na espécie do tamanduá-bandeira, que já foi amplamente distribuída no
Brasil, e hoje é cada vez mais rara nas observações de campo. Esta deterioração da
diversidade pode estar acontecendo constantemente à medida que as ameaças à
espécie continuam, e, com o aumento do isolamento dos fragmentos, a tendência é
que também as populações sofram cada vez mais os efeitos desta separação, e
caminhem em direção ao padrão encontrado para a espécie de preguiça aqui
mencionada.
Assumindo que o Cerrado possui as populações mais diversas e é o local de
origem da espécie, como evidenciado pelos resultados apresentados, como na
network (fig. 8) que mostra um haplótipo freqüente compartilhado por todas as
regiões de Cerrado, e pela árvore de filogenia (fig. 9) com grupo externo agrupando
com haplogrupo de Cerrado, é possível que a espécie M. tridactyla tenha se
irradiado a partir do Cerrado para os outros biomas, como o Pantanal e ambientes
de floresta (Mata Atlântica e Floresta Amazônica). É preciso lembrar, porém, que a
extensão dos ambientes de floresta, especialmente de Mata Atlântica, era mais
abundante e homogênea no passado, e, certamente, havia conexões entre este
bioma e a Floresta Amazônica, como é evidenciado pelo compartilhamento de
diversos elementos de fauna e flora encontrados hoje como elementos que
apresentam distribuição disjunta. O motivo desta distribuição se deve muito ao
desmatamento e fragmentação que vem acontecendo nestes biomas, e a Mata
Atlântica é uma ilustração extrema do caso, devastada principalmente pela
ocupação antrópica.
67
O Cerrado, à primeira vista, pode parecer uma barreira para a conectividade
entre a Mata Atlântica e a Floresta Amazônica, e intuitivamente podemos pensar que
existem separações claras entre os dois, mas a vegetação mostra que uma série de
fragmentos de florestas decíduas e semi-decíduas constituem uma rede de
interconexões entre esses biomas (Oliveira-Filho & Ratter, 1995; Vivo, 1997). Ao
longo do Cerrado há um mosaico de subunidades que variam de vegetação aberta à
florestas secas, e há várias ligações de floresta de galeria na região do Cerrado com
os biomas atlântico e amazônico. As florestas amazônicas e atlânticas foram,
portanto, provavelmente contínuas no passado, tornando-se separadas, de acordo
com Bigarella et al. (1975), com a crescente aridez formada por um cinturão de
formações xeromórficas.
Nos dados apresentados, encontramos um exemplo que possivelmente se
originou por conexões passadas de floresta, ao redor do bioma do Cerrado. Na
network (fig. 8A), observamos os indivíduos oriundos do Estado do Paraná
compartilhando dois haplótipos, derivados do haplogrupo de Cerrado, com
indivíduos de origem amazônica. Isso corrobora para a hipótese de uma conexão
passada, pois duas das amostras do Paraná, como descrito na metodologia, são de
áreas de fragmentos remanescentes de Mata Atlântica próximas a áreas de
Cerrado. A ocupação da espécie do tamanduá-bandeira, após sua diversificação no
Cerrado brasileiro, pode ter sido, portanto, via conexões de floresta para os outros
dois biomas.
Outros mamíferos já apresentaram este mesmo padrão, tal como pequenos
mamíferos marsupiais estudados por Costa (2003). Para discutir melhor este
resultado, é preciso coletar mais indivíduos oriundos da Mata Atlântica em si, pois a
amostragem deste bioma ficou limitada a dois indivíduos apenas.
A população proveniente do Paraná apresentou baixa diversidade nas
análises realizadas. Estes indivíduos foram coletados nas proximidades de
fragmentos remanescentes de Mata Atlântica, cada vez mais deteriorada. Já foi
documentado por Braga (2003) que a população do Estado do Paraná encontra-se
em situação de risco, e a visualização do tamanduá-bandeira é cada vez mais rara.
A devastação da Mata Atlântica, assim como a falta de unidades de conservação da
vida silvestre com grande área, capazes de abrigar grandes mamíferos (como é o
caso do tamanduá-bandeira), são apontados como possíveis causas desta baixa
diversidade.
68
A diversidade genética encontrada nos indivíduos dentro do bioma amazônico
foi relativamente alta, considerando a amostragem limitada utilizada. As amostras
usadas, porém, são provenientes de espécimes de museu que estão preservados há
décadas na coleção mastozoológica. Portanto, temos que olhar com cuidado para
esta diversidade aparente, pois ela pode refletir uma diversidade encontrada na
espécie há décadas atrás, em vez de realmente representar a diversidade atual.
Além disso, estes indivíduos foram agrupados como uma população por
pertencerem ao bioma Floresta Amazônica e estarem localizados nos estados do
norte do Brasil, mas não foram analisadas sub-populações deste bioma, com
agrupamentos de indivíduos da mesma região, que poderiam apresentar parâmetros
genéticos diferentes dos encontrados. A verdadeira diversidade contida neste bioma
ainda é desconhecida, porquanto sua extensão é imensa e extravasa o território
brasileiro. O aumento da amostragem neste bioma pode ajudar a esclarecer muitas
dúvidas sobre a diversificação e estruturação da espécie tamanduá-bandeira.
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O trabalho realizado contribuiu para um melhor entendimento da diversidade
genética de tamanduá-bandeira ao longo de sua distribuição amostrada no Brasil.
Apesar da parca amostragem, que forçou a restrição das análises e interpretações
dos resultados, podemos concluir alguns pontos importantes assinalados a seguir:
• As populações de parques de Cerrado (PARNA Serra da Canastra e PARNA
Emas) podem estar contribuindo significativamente para a manutenção da
diversidade genética da espécie, servindo como redutos de diversificação e
recolonização da espécie, para outras populações de Cerrado, ou ainda do
Pantanal. Por isso é necessário estudar outras populações oriundas de
parques do Cerrado, e verificar se existe, paralelamente, este mesmo padrão;
• Os resultados indicam que no passado remoto da espécie, esta tenha se
diversificado no bioma do Cerrado e se irradiado para os outros biomas –
Pantanal, Mata Atlântica e Floresta Amazônica;
• As populações do Cerrado e do Pantanal parecem compartilhar bastante de
sua diversidade genética, mas o Pantanal também possui haplótipos
exclusivos que podem ter diversas origens, necessitando de um estudo mais
detalhado;
• É necessário um cuidado especial ao se manejar populações provenientes de
Cerrado e provenientes da Floresta Amazônica, pois parece haver uma
barreira ao fluxo gênico entre as duas, com indícios de maior divergência
genética. Uma maior amostragem ao longo do grande bioma amazônico
poderá contribuir melhor para o entendimento dessa possível estruturação.
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85
A
A
P
P
Ê
Ê
N
N
D
D
I
I
C
C
E
E
I
I
Listagem dos indivíduos de Myrmecophaga tridactyla amostrados para o presente trabalho.
Todas as amostras são provenientes de doações pessoais de pesquisadores ou de
instituições parceiras, e foram depositadas no banco de DNA do Laboratório de
Biodiversidade e Evolução Molecular (BD-LBEM), credenciado no CGEM/MMA. O sexo de
cada indivíduo foi identificado através de sexagem molecular conforme descrito no texto
(indivíduos sublinhados mencionados no texto).
ID Local de Coleta UF Sexo
M0663 PARNA Serra da Canastra – Coleção PUC MG ♂
M0712 PARNA Serra da Canastra – Z.B.H. – Coleção PUC MG ♀
M0668 Araxá MG ♂
SCMT01 PARNA Serra da Canastra MG ♂
SCMT02 PARNA Serra da Canastra MG ♀
SCMT03 PARNA Serra da Canastra MG ♂
SCMT04 PARNA Serra da Canastra MG ♀
SCMT05 PARNA Serra da Canastra MG ♂
SCMT06 PARNA Serra da Canastra MG ♀
SCMT07 PARNA Serra da Canastra MG ♂
SCMT08 PARNA Serra da Canastra MG ♂
SCMT09 PARNA Serra da Canastra MG ♂
SCMT10 PARNA Serra da Canastra MG ♀
SCMT11 PARNA Serra da Canastra MG ♀
SCMT12 PARNA Serra da Canastra MG ♀
SCMT13 PARNA Serra da Canastra MG ♂
SCMT15 PARNA Serra da Canastra MG ♀
M0707 Piumhi – Coleção PUC MG ♂
M0985 Dores do Indaiá MG ♂
M0986 Doresópolis MG ♂
TBC01 PARNA Emas GO ♂
TBC02 PARNA Emas GO ♂
TBC03 PARNA Emas GO ♂
TBC04 PARNA Emas GO ♂
TBC06 PARNA Emas GO ♂
TBC07 PARNA Emas GO ♀
TBC08 PARNA Emas GO
♂
♂
TBC09 PARNA Emas GO
♂
♂
TBC10 PARNA Emas GO ♂
TBC11 PARNA Emas GO ♂
TBC12 PARNA Emas GO ♂
TBC13 PARNA Emas GO ♂
TBC15 PARNA Emas GO ♂
TBC16 PARNA Emas GO ♀
TBC17 PARNA Emas GO ♂
TBC20 PARNA Emas GO ♂
TBC21 PARNA Emas GO ♂
TBC22 PARNA Emas GO ♂
TBC23 PARNA Emas GO ♂
86
TBC24 PARNA Emas GO ♂
TBC25 PARNA Emas GO ♂
TBC26 PARNA Emas GO ♂
TBC28 PARNA Emas GO ♂
TBC29 PARNA Emas GO ♀
TBC30 PARNA Emas GO ♀
TBC31 PARNA Emas GO ♀
Filhotefême
a
PARNA Emas GO ♀
M0681 Cristalina GO ♂
M0684 São José do Rio Preto SP ♂
M0685 São José do Rio Preto – Zoológico de São Paulo SP ♂
M0686 São José do Rio Preto SP ♂
M0687 São José do Rio Preto SP ♂
M0693 São José do Rio Preto – Zoológico de São Paulo SP ♂
M0680 São José do Rio Preto SP ♂
M0682 Poconé – SESC Pantanal MT ♂
M0696 Poconé – SESC Pantanal MT ♀
M0980 Poconé – SESC Pantanal MT ♂
M0883 Nova Xavantina – Reserva Xavante MT ♂
MTTA10 Nova Xavantina – UNEMAT MT ♂
MTTA04 Nova Xavantina – UNEMAT MT ♂
MTTA02 Nova Xavantina – UNEMAT MT ♀
M0705 Vila Rica MT ♀
M0977 Telêmaco Borba - Parque Ecológico – Fazenda Monte Alegre PR ♂
KLABIN01 Telêmaco Borba – Parque Ecológico - Fazendas Klabin PR ♂
KLABIN02 Piraí do Sul – Parque Ecológico - Fazendas Klabin PR ♂
FB01 Jaguariaíva – Parque Ecológico PR ♀
FB02 Jaguariaíva – Parque Ecológico PR ♂
M0698 Corumbá – Fazenda Nhumirim MS ♂
M0697 Corumbá – Fazenda Nhumirim MS ♀
G8887 Belém – M. P. E. G – Coleção Mastozoológica PA ♂
G10211 Oriximiná – M. P. E. G. – Coleção Mastozoológica PA ♂
G565 Ilha do Marajó – M. P. E. G – Coleção Mastozoológica PA ♀
G1246 Ilha do Marajó – M. P. E. G – Coleção Mastozoológica PA ♀
G1741 Caracaraí – M. P. E. G – Coleção Mastozoológica RR ♀
G1652 Mazagão – M. P. E. G – Coleção Mastozoológica AP ♀
G1662 Mazagão – M. P. E. G – Coleção Mastozoológica AP ♀
TBR Uberlândia MG ♂
Z. B. H. – Zoológico de Belo Horizonte
M.P.E.G. – Museu Paraense Emílio Goeldi
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I
C
C
E
E
I
I
I
I
Relação dos sítios polimórficos encontrados nos fragmentos analisados de HVI, CytB, RAG2
e iAMELY. Os nomes dos haplótipos e suas freqüências são mostrados. Os números
correspondem à posição da base no alinhamento, e os pontos representam identidade em
relação ao haplótipo de referência (o primeiro de cada).
0 00113 33 44 4 444
3 57080 24 02 5 579
2 18351 72 52 0 345
CytB 1 C TAAG A CA AC C ACA 5 9
CytB 2 . .... . .. CG . ... 1
CytB 3 . ..G. . .. .. . ... 4
CytB 4 . .... . .G .. . ... 1
CytB 5 . .... . TG .. G ... 1
CytB 6 . .... . .. .. . ..G 1
CytB 7 . .... . .. C. . GA. 3
CytB 8 . ...A . .. .. . ... 1
CytB 9 . .G.. . .. .. . ... 1
CytB 1 0 . C... . .. .. . ... 2
CytB 1 1 . .... G .. .. . ... 2
CytB 1 2 G .... . .. .. . ... 1
00 0 02222 22 22 2 222
57 7 82256 66 67 7 899
63 7 76962 45 71 4 146
HVI1 T C CACA G TT AT G CGAC 9
HVI2 . . .... . .. .. . .A.. 5
HVI3 . . .... . .. .C . .A.. 1
HVI4 . G .... . C. .. . .... 1
HVI5 . . .G.. . .. .. . ..G. 1
HVI6 . . .G.. . .. G. A .A.. 4
HVI7 . . .G.. . .. .. . .... 4 0
HVI8 . . .G.. . .. .. . T... 1
HVI9 . . .G.. . .. .. . .A.. 2
HVI1 0 . . .GT. . .. .. . .A.. 3
HVI1 1 . . .G.. . .. .. A .A.. 1
HVI1 2 . . .G.. . .. G. A .... 2
HVI1 3 G . .G.. . .. G. A .... 1
HVI1 4 . . .G.. . .. G. . ...T 1
HVI1 5 . . .G.. . .C .. . .... 1
HVI1 6 . . .G.. A .. .. . .... 1
HVI1 7 . . .G.G . .. G. A .... 1
HVI1 8 . . GG.. . .. .. . .... 1
HVI1 9 . . .... . .. .. . T... 1
37125
81611
002
AMELY1 AGCAC 11
AMELY2 ...G. 5
AMELY3 GATG. 1
AMELY4 G..G. 1
AMELY5 ...GT 1
AMELY6 G...T 4
AMELY7 ....T 9
AMELY8 G.T.. 1
AMELY9 G.... 1
223477
490100
548379
RAG1 CCAAGC 40
RAG2 ...A.T 8
RAG3 ...AA. 6
RAG4 T..A.. 1
RAG5 .G.AA. 1
RAG6 .G.A.. 1
RAG7 ..GA.. 1
RAG8 ...G.. 2
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