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UNIVERSIDADE TECNOLÓGICA FEDERAL DO PARANÁ
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA
SIMONE APARECIDA ZOLET SASSO
PROPAGAÇÃO VEGETATIVA DE JABUTICABEIRA
DISSERTAÇÃO
PATO BRANCO
2009
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SIMONE APARECIDA ZOLET SASSO
PROPAGAÇÃO VEGETATIVA DE JABUTICABEIRA
Dissertação apresentada como
requisito parcial à obtenção do grau de
Mestre em Agronomia, do Programa
de Pós-Graduação em Agronomia,
Universidade Tecnológica Federal do
Paraná, Campus Pato Branco. Área de
Concentração: Produção vegetal.
Orientador: Dr. Idemir Citadin.
Pato Branco
2009
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S252p Sasso, Simone Aparecida Zolet
Propagação vegetativa de jabuticabeira / Simone Aparecida Zolet Sasso.
Pato Branco. UTFPR, 2009
XI, 64 f. : il. ; 30 cm
Orientador: Prof. Dr. Idemir Citadin
Dissertação (Mestrado) - Universidade Tecnológica Federal do Paraná.
Programa de Pós-Graduação em Agronomia. Pato Branco, 2009.
Bibliografia: f. 52 - 62
1. Plinia sp. 2. Estaquia. 3. Enxertia. 4. Alporquia. 5. Micropropagação. I.
Citadin, Idemir, orient. II. Universidade Tecnológica Federal do Paraná.
Programa de Pós-Graduação em Agronomia. III. Título.
CDD: 22ª630
Este trabalho é dedicado às pessoas que de algum modo fizeram parte
da minha vida, que dividiram comigo momentos bons e momentos
ruins, de onde pude tirar lições de vida e otimismo que preciso.
AGRADECIMENTOS
À Deus por tudo que me foi proporcionado todos os dias que me levou a
conclusão deste trabalho.
Ao Moeses, meu noivo, agradecer pelo compartilhamento do entusiasmo,
por ser minha fonte de inspiração. Com sua inteligência, seu amor e todo o apoio
que me dá eu sei que amanhã será sempre melhor do que hoje, não importa o que
aconteça.
À Irineo Afonso Sasso, meu pai, Odila Zolet Sasso, minha mãe e Caroline
Elza Zolet Sasso minha irmã, agradecer a dedicação, o amor e a educação que me
deram. Vocês são meu grande orgulho e eu quero que tudo que eu faça em toda
minha vida sejam provas de que o pouco que vocês acham que fizeram por mim, na
verdade foi muito mais do que qualquer pessoa no mundo poderia querer. Vocês me
deram simplesmente tudo e vão estar eternamente em tudo que eu fizer.
Ao professor Idemir Citadin pela amizade, compreensão, apoio, dedicação e
orientação que me permitiu a busca do conhecimento.
Ao Programa de Pós Graduação em Agronomia (PPGA) da Universidade
Tecnológica Federal do Paraná, pela oportunidade da realização do curso, e a todos
os professores que dele fazem parte, sou muito grata pelo compartilhamento do
conhecimento.
Agradeço a todos que de alguma forma contribuíram para a realização deste
trabalho, e estiveram presentes durante este período.
“Há homens que lutam um dia e são bons. Há outros que lutam um ano
e são melhores. Há os que lutam muitos anos e são muito bons.
Porém, há os que lutam toda a vida. Esses são imprescindíveis.”
(Bertolt Brecht).
RESUMO
SASSO, Simone Aparecida Zolet. Propagação vegetativa de jabuticabeira. 2009. 64
f. Dissertação (Mestrado em Agronomia) – Programa de Pós-graduação em
Agronomia. Universidade Tecnológica Federal do Paraná. Pato Branco, 2009.
A jabuticabeira (Plinia sp.) é uma espécie de difícil propagação vegetativa e um
protocolo eficiente para tal ainda não foi definido. O objetivo deste trabalho foi
investigar a eficiência de técnicas de propagação vegetativa da espécie e
desenvolver um protocolo eficiente para desinfestação e estabelecimento inicial de
explantes in vitro. Testou-se o potencial de enraizamento de estacas lenhosas de P.
cauliflora, utilizando quatro concentrações de ácido indolbutírico (AIB) (0, 2000, 4000
e 6000 mg L
-1
) e dois procedimentos (corte vertical e anelamento da estaca); e o
potencial de enraizamento de estacas apicais herbáceas de P. cauliflora, utilizando
cinco concentrações de AIB (0, 2000, 4000, 6000 e 8000 mg L
-1
) e em duas épocas
de implantação (outubro e dezembro). O percentual de enraizamento das estacas foi
avaliado após 180 dias da implantação dos experimentos. Foi testada também a
compatibilidade de enxertia de três espécies de jabuticabeira (P. cauliflora, P.
trunciflora, P. jaboticaba) sobre porta-enxertos de P. cauliflora, em duas épocas de
implantação (maio e agosto). Avaliou-se o percentual de enxertos brotados e o
número e tamanho de brotos, após 90 dias da implantação. Para alporquia, foram
testados dois diâmetros de ramo (1,0-1,5 cm e 2,0-2,5 cm) e duas larguras do
anelamento (1,5 cm e 3,0 cm), na espécie P. cauliflora. Avaliou-se o percentual de
enraizamento e o número e tamanho de raízes, após 180 dias da implantação do
experimento. Testou-se também o período de imersão (5, 10 e 15 minutos) em
hipoclorito de sódio a 1,25% no estabelecimento in vitro de explantes caulinares e
radiculares de seedlings de P. trunciflora. Avaliou-se o percentual de contaminação
e o número de brotos e folhas dos explantes, após 45 dias de incubação. Observou-
se que o enraizamento de estacas lenhosas é dependente da aplicação de AIB,
sendo que o maior percentual de enraizamento (50%) foi obtido na maior
concentração de AIB (6000 mg L
-1
) conjugada com o corte vertical. Para as estacas
herbáceas, o enraizamento foi baixo (máximo de 10%). Entretanto, há o potencial de
enraizamento e, por isso, ajustes na técnica devem ser testados para maximizá-lo. A
enxertia e a alporquia são técnicas recomendáveis para propagação da
jabuticabeira, pois proporcionam alto percentual de formação de mudas. Há
compatibilidade aparente entre as três espécies enxertadas sobre P. cauliflora. A
utilização de garfos retirados de plantas em frutificação deve ser evitada, pois ocorre
inibição da brotação posterior dos enxertos. Na alporquia, ramos de diâmetro
superior a 2,0 cm, proporcionam enraizamento de 87,5% e maior número e tamanho
de raízes, em relação a ramos de menor diâmetro. A utilização do menor tempo de
imersão (cinco minutos) em hipoclorito de sódio 1,25% é eficiente para
desinfestação dos explantes caulinares de seedlings de jabuticabeira e permite seu
estabelecimento inicial in vitro, proporcionando o desenvolvimento de brotações.
Palavras-chave: Plinia sp. Estaquia. Enxertia. Alporquia. Micropropagação.
ABSTRACT
SASSO, Simone Aparecida Zolet. Vegetative propagation of jabuticaba tree. 2009.
64 f. Thesis (Master of Degree in Agronomy) – Programa de Pós-graduação em
Agronomia. Universidade Tecnológica Federal do Paraná. Pato Branco, 2009.
The jabuticaba tree is a specie of difficult vegetative propagation and an efficient
protocol has not been defined yet. The aim of this work was to test the efficiency of
vegetative propagation techniques for jabuticaba tree and develop an efficient
protocol for disinfection and initial establishment of in vitro explants. It was tested the
rooting potential of wood cutting of P. cauliflora, utilizing four concentrations of
Indolbutiric Acid - IBA (0, 2000 , 4000 and 6000 mg L
-1
) and two procedures (cross
section and cuttings girdling); and the rooting potential of softwood terminal cuttings
of P. cauliflora, utilizing five concentrations of IBA (0, 2000, 4000, 6000 and 8000 mg
L
-1
) in two periods of implantation (October and December 2007). The rooting
potential of cuttings was evaluated after 180 days of the beginning of the
experiments. It was also tested the compatibility of grafting of three species of
jabuticaba tree (P. cauliflora, P. trunciflora, P. jaboticaba) on rootstocks of P.
cauliflora, and two periods (May and August). It was evaluated the survival
percentage of grafting, number and size of shoots, after 90 days of the beginning of
the experiment. For air layering techniques, it was tested two diameters of branch
(1.0-1.5 cm and 2.0-2.5 cm) and two widths of girdling (1.5 cm and 3.0 cm) in P.
cauliflora. It was evaluated the rooting percentage, and number and size of roots,
180 days after the beginning of the experiment. It was also tested the period of
immersion (5, 10, 15 minutes) in 1,25% sodium hypochlorite solution in the in vitro
establishment of shoot and root of the seedlings explants of P. trunciflora. After 45
days of incubation it was evaluated the percentage of contamination and number of
shoots and leaves in each explant. It was observed that rooting of wood cutting is
dependent of application of IBA, so the biggest rooting percentage (50%) was
obtained in biggest concentration of IBA (6000mg L
-1
) associated with cross section.
For the softwood terminal cuttings, the rooting was small (maximum of 10%).
Meantime, exist the potential of rooting, and, changes of technique must be tested for
maximization. The grafting and the air layering techniques are recommended for
jabuticaba tree propagations, because this techniques provide high percentage of
plants formation. There is visible compatibility between the three species grafted on
rootstocks of P. cauliflora. The utilization of grafts collected from plants in
fructification should be avoided, because they reduce the percentage of plants
establishment. In air layering techniques, branches with diameter of 2.0 cm provides
higher percentage of rooting and the biggest number and size of roots in relation of
branches with small diameter (1.0 to 1.5 cm). The utilization of less time in immersion
(five minutes) in 1,25% sodium hypochlorite solution is efficient for shoots explants
disinfestations of jabuticaba tree seedlings and allows the initial in vitro
establishment, providing development of shootings.
Key words: Plinia sp. Cutting. Grafting. Air layering. Micropropagation.
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – A: Detalhe do corte vertical efetuado nas estacas lenhosas de
jabuticabeira (Plinia cauliflora), metade do caule cortado permaneceu
dentro do frasco e metade fora, em contato com o substrato. B:
Aspecto geral do acondicionamento das estacas. UTFPR, Campus
Pato Branco, 2009.................................................................................... 24
Figura 2 - Aspecto do experimento com estacas apicais herbáceas de
jabuticabeira (Plinia cauliflora), acondicionadas em bandejas
plásticas, contendo vermiculita como substrato. UTFPR, Campus Pato
Branco, 2009. ........................................................................................... 25
Figura 3 – Enxerto de Plinia trunciflora sobre P. cauliflora, com detalhe do
ponto de enxertia e dos ramos mantidos no porta-enxerto. UTFPR,
Campus Pato Branco, 2009. ................................................................... 27
Figura 4 – Alporque em ramo de jabuticabeira (Plinia cauliflora), com 1,5 cm de
diâmetro, com substrato Plantmax
®
. UTFPR, Campus Pato Branco,
2009........................................................................................................... 28
Figura 5 – Raízes formadas de estaca lenhosa de jabuticabeira (Plinia
cauliflora) submetida ao corte vertical. UTFPR, Campus Pato Branco,
2009........................................................................................................... 33
Figura 6 – Raízes formadas de estacas apicais herbáceas de jabuticabeira
(Plinia cauliflora) que mantiveram as folhas durante todo o
experimento. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009. .............................. 35
Figura 7 – Brotações de Plinia trunciflora enxertada sobre P. cauliflora, após 90
dias da enxertia. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.......................... 41
Figura 8 – Raízes formadas de alporque de jabuticabeira (Plinia cauliflora),
estruturado em ramo com diâmetro de 2,0-2,5 cm. UTFPR, Campus
Pato Branco, 2009.................................................................................... 44
Figura 9 – Desenvolvimento in vitro de explantes de jabuticabeira (Plinia
trunciflora) em meio MS, com redução de 50% de sais, suplementado
com 30 g L
-1
de sacarose e 0,4 g L
-1
de BAP. UTFPR, Campus Pato
Branco, 2009. ........................................................................................... 47
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Porcentagem de enraizamento de estacas lenhosas de jabuticabeira
(Plinia cauliflora) em função da concentração de AIB (mg L
-1
) e do
procedimento realizado na estaca (anelamento ou corte vertical).
UTFPR, Campus Pato Branco, 2009....................................................... 31
Tabela 2 – Porcentagem de enraizamento de estacas apicais herbáceas de
jabuticabeira (Plinia cauliflora) em função da concentração de AIB
(mg L
-1
) e da época de coleta. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.... 34
Tabela 3 – Porcentagem de brotação, número e comprimento de brotos de
enxertos de três espécies de jabuticabeira (Plinia cauliflora, P.
trunciflora, P. jaboticaba) enxertadas sobre P. cauliflora em duas
épocas (maio e agosto). UTFPR, Campus Pato Branco, 2009............. 40
Tabela 4 – Porcentagem de enraizamento e número e comprimento de raízes
de alporques de jabuticabeira (Plinia cauliflora) em função da largura
do anelamento e do diâmetro do ramo. UTFPR, Campus Pato Branco,
2009........................................................................................................... 43
Tabela 5 – Percentual de contaminação (fungos e/ou bactérias), número médio
de brotos e de folhas, após 45 dias de incubação in vitro
*
, de
explantes de seedlings de jabuticabeira (Plinia trunciflora), em função
do tempo de desinfestação em hipoclorito de sódio 1,25% e do tipo de
segmento utilizado. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009. ................... 46
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 13
2 REVISÃO DE LITERATURA................................................................................. 15
3 MATERIAL E MÉTODOS...................................................................................... 22
3.1 EXPERIMENTO 1: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ESTACAS LENHOSAS............................................................................................. 22
3.2 EXPERIMENTO 2: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ESTACAS APICAIS HERBÁCEAS........................................................................... 24
3.3 EXPERIMENTO 3: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia sp.) POR
ENXERTIA................................................................................................................ 26
3.4 EXPERIMENTO 4: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ALPORQUIA............................................................................................................. 27
3.5 EXPERIMENTO 5: DESINFESTAÇÃO E ESTABELECIMENTO IN VITRO DE
JABUTICABEIRA (Plinia trunciflora)......................................................................... 29
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................ 31
4.1 EXPERIMENTO 1: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia caulifora) POR
ESTACAS LENHOSAS............................................................................................. 31
4.2 EXPERIMENTO 2: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ESTACAS APICAIS HERBÁCEAS........................................................................... 33
4.3 EXPERIMENTO 3: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia sp.) POR
ENXERTIA................................................................................................................ 39
4.4 EXPERIMENTO 4: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ALPORQUIA............................................................................................................. 42
4.5 EXPERIMENTO 5: DESINFESTAÇÃO E ESTABELECIMENTO IN VITRO DE
JABUTICABEIRA (Plinia trunciflora)......................................................................... 45
5 CONCLUSÕES ..................................................................................................... 49
6 CONSIDERAÇÕES FINAIS .................................................................................. 50
REFERÊNCIAS........................................................................................................ 52
APÊNDICES............................................................................................................. 63
13
1 INTRODUÇÃO
O ecossistema Floresta com Araucária, que abrange grande parte dos
Estados do Sul do Brasil, inclusive a região Sudoeste do Paraná, possui várias
espécies frutíferas nativas comestíveis, principalmente as da família Myrtaceae, que
constituem um patrimônio genético de grande valor. Dentre estas espécies destaca-
se a jabuticabeira (Plinia sp.).
O potencial de comercialização da jabuticaba é grande em função de suas
características organolépticas (MAGALHÃES; BARROS; FINGER, 1996), sendo
apreciada tanto para consumo in natura como para a fabricação de geléias, doces,
sucos, sorvetes, vinhos, vinagres e licores. Segundo Donadio (2000), a jabuticaba
ainda é considerada uma fruta de pomares caseiros, mas sua comercialização teve
aumentos consideráveis, principalmente nos grandes centros consumidores.
Segundo o mesmo autor, em 1980, o CEAGESP comercializou em torno de 900.000
Kg de jabuticaba, e em 1998, mais de 4.000.000 Kg. Dados mais recentes de
comercialização não foram encontrados na literatura. Segundo Demattê (1997) a
jabuticabeira também é muito apreciada para utilização como planta ornamental,
devido apresentar atraente aspecto da planta, principalmente durante a floração.
Além disso, de acordo com Marin et al. (2004), as fruteiras nativas do sul do
Brasil vêm despertando a atenção da indústria farmacêutica e alimentícia, pois seus
frutos são ricos em vitaminas e substâncias antioxidantes. Segundo Pszcola (1998)
outras substâncias podem ser extraídas dos frutos, como os óleos voláteis
(principalmente terpenos), usados na indústria alimentícia, principalmente como
aromatizante e, na indústria farmacêutica, como precursores de medicamentos e
como adjuvante em perfumaria. Pesquisas recentes citadas por Vizzotto (2006)
apontam o grande potencial dessas fruteiras como alimento funcional, no combate
aos radicais livres, devido às suas propriedades antioxidantes. Neste âmbito, se
destaca a jabuticabeira por conter alto teor de antocianinas e flavonóides,
principalmente na casca (DANNER et al., 2008; TEIXEIRA; STRINGHETA;
OLIVEIRA, 2008).
Assim, esta fruteira nativa pode constituir-se em nova alternativa de
produção, principalmente para agricultores familiares, podendo, inclusive, efetuar a
produção no sistema orgânico e em áreas de reserva legal obrigatória, que até 2020
14
deverão representar 20% do total da área de cada propriedade rural (PARANÁ,
2008), assim seus frutos poderão ser colhidos sob manejo sustentável e
comercializados, gerando renda adicional nestas áreas.
Porém, um dos maiores problemas enfrentados para a expansão dos
pomares comerciais de jabuticabeira é o alto custo das mudas, devido
principalmente à dificuldade de obtenção de mudas através de processos de
propagação vegetativa. Mesmo considerando os avanços nestes processos, o
principal método de propagação das jabuticabeiras ainda é por sementes, por ser
difícil o enraizamento de estacas nessas espécies (LEONEL et al., 1991; DUARTE;
HUETE; LÜDDERS, 1997; SCARPARE FILHO et al., 1999; CASAGRANDE Jr. et al.,
2000; SCARPARE et al., 2002; PEREIRA et al., 2005). Além da jabuticabeira, outras
espécies da família Myrtaceae também apresentam dificuldade de enraizamento,
como a pitangueira, cerejeira-do-mato, guabijuzeiro (COUTINHO et al., 1991) e
goiabeira serrana (DUARTE; FACHINELLO; SANTOS FILHO, 1992; FIGUEREDO;
KERSTEN; SCHUCH, 1995; FRANZON; ANTUNES; RASEIRA, 2004).
Tendo em vista a morosidade para a entrada em produção, que oscila de
oito a quinze anos após o plantio da muda oriunda de sementes, o uso de técnicas
de propagação vegetativa que antecipem o período reprodutivo poderá contribuir
para a exploração econômica da jabuticabeira. Além disso, a propagação vegetativa
proporciona a manutenção das características da planta-matriz nos descendentes,
assegurando a formação de pomares comerciais homogêneos.
Porém, trabalhos de pesquisa visando à propagação vegetativa da
jabuticabeira são escassos na literatura, e ainda não estão estabelecidos métodos
eficientes de propagação. Dessa forma, se justificam mais trabalhos visando
aperfeiçoar as técnicas de propagação vegetativa para a espécie, auxiliando no
desenvolvimento de cultivos comerciais. Ao mesmo tempo, poderá trazer benefícios
para os consumidores, pela diversificação da dieta com base em uma fruta com alto
teor de vitaminas e substâncias antioxidantes.
Assim, o objetivo deste trabalho foi investigar a eficiência de técnicas de
propagação vegetativa para formação de mudas de jabuticabeira e desenvolver um
protocolo eficiente para desinfestação e estabelecimento inicial in vitro de explantes
de seedlings desta espécie.
15
2 REVISÃO DE LITERATURA
A jabuticabeira é originária do centro-sul do Brasil, pertence à família
Myrtaceae e gênero Myrciaria (MATTOS, 1983). Porém, houve uma alteração
nomenclatural do gênero Myrciaria (BERG, 1857) para Plinia, a qual foi proposta por
Sobral (1985). Contudo, o gênero Myrciaria é ainda empregado no meio científico e
pode ser considerado como sinonímia do gênero Plinia.
Segundo Mattos (1983) são conhecidas nove espécies de jabuticabeira,
sendo que dentre elas destacam-se Plinia trunciflora (DC) Berg, conhecida como
jabuticaba de cabinho, P. cauliflora conhecida como jabuticaba paulista ou
jabuticaba açu e P. jaboticaba (Vell) conhecida como jabuticaba Sabará, sendo esta
última a espécie mais conhecida e comercializada no Brasil. O mesmo autor faz uma
caracterização botânica das espécies. De modo geral, as jabuticabeiras são árvores
de tamanho médio (de 3 a 15 m de altura), apresentando grande número de galhos
formados no caule, pouco acima do solo. As folhas são opostas e lanceoladas. As
flores são brancas, localizadas ao longo do tronco e dos galhos mais velhos ou
amadurecidos da planta. Os frutos são classificados como baga, de forma redonda
ou arredondada, quando maduros sua casca é de cor roxa-escura ou preta. A polpa
do fruto é branca, pouco ácida, muito doce e saborosa. O número de sementes pode
variar de uma a quatro.
A propagação vegetativa é um processo de multiplicação baseado na
regeneração de partes da planta-matriz, que ocorre pelos mecanismos de divisão e
diferenciação celular e baseia-se no princípio de que todas as células vegetais
contêm informação genética necessária para a regeneração de plantas a partir de
qualquer órgão vegetal, sendo esta capacidade denominada de totipotência. A
utilização deste modo de propagação permite a formação de clones, ou seja,
indivíduos que possuem a mesma carga genética da planta-matriz, garantindo a
manutenção das características agronômicas de interesse. Além disso, quando se
utiliza uma planta adulta como planta-matriz, as mudas formadas por propagação
vegetativa apresentam produção em menor tempo do que mudas propagadas por
sementes, pois estas devem passar pelo período de juvenilidade (HARTMANN et al.,
2002), que no caso das jabuticabeiras é longo, de oito a 15 anos.
16
A estaquia é um dos métodos mais utilizados para propagação vegetativa de
espécies frutíferas. Em jabuticabeira, esta técnica é empregada empiricamente por
produtores rurais e viveiristas, utilizando ramos de grande porte, o que acarreta
grande dano a planta-matriz. Entretanto, não são demonstrados resultados
satisfatórios e, portanto, deve-se dar uma abordagem analítica a esta técnica, uma
vez que na literatura são escassos os trabalhos com a utilização da estaquia em
jabuticabeira. Um experimento pioneiro foi o de Andersen e Gomes (1976), os quais
não obtiveram enraizamento com as técnicas de alporquia e estaquia de ramos
lenhosos da jabuticabeira ‘Sabará’ (P. jaboticaba), com aplicação de 2000 mg L
-1
de
três diferentes auxinas (ácido indolacetético AIA, ácido indolbutirico AIB, ácido
naftalenoacético ANA), mesmo quando as estacas foram submetidas a condições de
nebulização intermitente. Em outros trabalhos, o percentual de enraizamento de
estacas foi variável. Leonel et al. (1991) não obtiveram enraizamento de estacas
semilenhosas de Plinia cauliflora, tratadas com auxinas conjugada ou não com ácido
bórico; Duarte, Huete e Lüdders (1997) que verificaram até 60% de enraizamento de
estacas apicais herbáceas de P. cauliflora, tratadas com 1000 mg L
-1
de AIB e
submetidas à câmara de polietileno hermeticamente fechada, sob 50% de
sombreamento; Scarpare Filho et al. (1999) que obtiveram enraizamento de até
38%, utilizando estacas herbáceas após a poda drástica da planta-matriz de P.
jaboticaba; Casagrande Junior et al. (2000) obtiveram máximo de 2,6% de
enraizamento de estacas herbáceas de P. cauliflora, mesmo submetendo as
mesmas ao estiolamento; Scarpare et al. (2002) observaram até 35% de
enraizamento de estacas herbáceas de P. jaboticaba utilizando concentração de
6000 mg L
-1
de AIB e que o enraizamento foi praticamente nulo quando utilizaram
estacas semilenhosas estioladas ou não; e, Pereira et al. (2005) obtiveram até
39,6% de enraizamento de estacas apicais herbáceas de P. jaboticaba, sendo
superior quando o pH do substrato areia grossa foi mantido em 4,5 ou 5,5.
Como observado, ainda não foi documentado sucesso na produção de
mudas de jabuticabeira, utilizando estacas lenhosas e semilenhosas de porte maior
(ANDERSEN; GOMES, 1976; LEONEL et al., 1991) e, que o uso de estacas
herbáceas apresenta maiores percentuais de enraizamento (DUARTE; HUETE;
LÜDDERS, 1997; SCARPARE FILHO et al., 1999; SCARPARE et al., 2002;
PEREIRA et al., 2005). Portanto, mais testes devem ser realizados visando obter
17
maiores índices de enraizamento de estacas e uma técnica que pode facilitar a
obtenção de grande número de mudas.
O enraizamento de estacas é influenciado por diversos fatores, dentre eles,
o potencial genético da espécie ou genótipo, condições fisiológicas e nutricionais da
planta-matriz, balanço entre os fitorreguladores (auxinas, citocininas e giberelinas),
presença de indutores e inibidores de enraizamento, tipo de estaca, juvenilidade dos
brotos, presença de gemas e/ou folhas, período de coleta da estaca e ambiente de
enraizamento (SMALLEY et al., 1991; MESÉN; NEWTON; LEAKEY, 1997;
RIECKERMANN et al., 1999; HARTMANN et al., 2002).
Portanto, surgem várias hipóteses para explicar a dificuldade de
enraizamento de estacas de jabuticabeira, assim como de outras espécies da família
Myrtaceae (COUTINHO et al., 1991; DUARTE; FACHINELLO; SANTOS FILHO,
1992; FIGUEIREDO; KERSTEN; SCHUCH, 1995; FRANZON; ANTUNES;
RASEIRA, 2004). Algumas destas hipóteses são descritas abaixo.
A anatomia dos ramos da espécie ou genótipo pode influenciar no
enraizamento. Amissah, Paolillo Jr. e Bassuk (2008) observaram que estacas da
espécie Quercus bicolor apresentam maior proporção de células do parênquima
(menos lignificadas) do que células do esclerênquima (mais lignificadas), em
comparação com estacas da espécie Q. macrocarpa, e que as estacas da primeira
espécie apresentaram maior percentual de enraizamento em relação às da segunda,
considerada de difícil enraizamento. Dessa forma, é provável que estacas de
jabuticabeira tenham anatomia semelhante à Q. macrocarpa. Isto permite inferir que
o enraizamento da jabuticabeira pode ser maximizado com o rejuvenescimento dos
tecidos das estacas, através de poda drástica, estiolamento, uso de estacas de
mudas de enxertia, estaquia ou micropropagação, pois segundo Xavier e Comércio
(1996) a rizogênese ocorre mais facilmente em tecidos rejuvenescidos, com menor
lignificação.
As auxinas compõem o grupo de reguladores vegetais, associados à iniciação
de raízes (WIGHTMAN; SCHNEIDER; THIMANN, 1980), e é predominantemente
produzida no meristema apical, mas também nas gemas e folhas jovens, e podem
ser estocadas na forma de auxinas conjugadas no citoplasma (DAVIES, 1995). Por
sua vez, as citocininas são produzidas principalmente nas raízes (ITAI; BIRNBAUM,
1996) estimulando a iniciação de gemas caulinares (PILLARY; RAILTON, 1983). As
diferenças na capacidade de biossíntese hormonal entre os sistemas caulinar e
18
radicular da espécie, associadas ao transporte basípeto das auxinas (GOLDSMITH,
1977) e ao acrópeto das citocininas (VAN STADEN; DAVEY, 1979), podem interferir
no processo de enraizamento de estacas. Normalmente, se utiliza a aplicação de
auxina exógena visando reduzir o balanço citocinina/auxina, para promover a maior
porcentagem, velocidade, qualidade e uniformidade de enraizamento (NORBERTO,
1999; WENDLING et al., 2000a).
Outro fitorregulador que pode interferir no enraizamento de estacas são as
giberelinas. Já foi documentado na literatura, principalmente em condições in vitro
que as giberelinas, em concentrações relativamente altas, inibem a formação de
raiz, especialmente se as auxinas forem aplicadas simultaneamente e também em
concentrações relativamente altas (KOCHBA et al., 1974; RIBEIRO et al., 2006),
Dessa forma, para ocorrer o enraizamento é necessário que haja um
equilíbrio adequado entre auxinas, giberelinas e citocininas na estaca.
Provavelmente o nível destes fitorreguladores esteja em desequilíbrio em estacas de
jabuticabeira, com maiores níveis de citocinina e/ou giberelina, o que pode ser a
causa da dificuldade de enraizamento desta espécie. Além disso, os níveis
endógenos de auxinas nas plantas são controlados por vários processos, dentre os
quais se destaca o de conjugação (TAM; EPSTEIN; NORMANLY, 2000). A auxina,
na sua forma conjugada, é inativa e, para estar disponível para os processos
fisiológicos e metabólicos de enraizamento, precisa sofrer hidrólise e converter-se
para sua forma livre, ou seja, ativa (LEE; STARRATT, 1986; JARVIS, 1986;
NORMANLY; BARTEL, 1999). Quando essa hidrólise não ocorre ou ocorre com
dificuldade, a concentração de auxina livre endógena pode diminuir, prejudicando o
enraizamento de estacas (EPSTEIN et al., 1993). Este fato pode ocorrer para a
jabuticabeira e também dificultar o enraizamento de estacas.
O ácido indolbutírico (AIB) é a auxina mais utilizada no enraizamento de
estacas. Porém, a concentração ótima para enraizamento é variável entre espécies,
sendo que quando superiores a esta concentração, podem ter efeito inibitório do
enraizamento (CARPENTER; CORNELL, 1992). Por isso, devem ser efetuados
testes específicos para a jabuticabeira e para cada tipo de estaca, visando detectar
o nível ótimo para aplicação exógena de auxina.
Ainda que a auxina tenha papel importante na iniciação radicular, outras
substâncias mostram-se também fundamentais, entre quais estão os carboidratos
(BREEN; MURAOKA, 1985). Os carboidratos são fontes de energia e carbono para
19
a iniciação de raízes adventícias, sendo considerados co-fatores do enraizamento
(HAISSIG, 1974; TORRES, 2003). Há evidências substanciais de que as estacas
apresentam maior enraizamento quando tem maiores concentrações de carboidratos
não estruturais antes e durante o enraizamento (VEIERSKOV; ANDERSEN, 1976;
STRÖMQUIST; ELIASSON, 1979; REUVENI; RAVIV, 1980; CHAMPAGNOL, 1981).
Entretanto, a condição ótima da quantidade de carboidratos nas plantas e nas
estacas ainda não está bem definida (JACKSON, 1986). Além disso, a concentração
de carboidratos, como o amido e os açúcares solúveis, apresenta variação sazonal
em plantas, inclusive sendo diferenciada nas diferentes partes da mesma
(SCHABERG et al., 2000; NEWEL et al., 2002). Portanto, no caso da jabuticabeira,
trabalhos devem ser realizados de forma a verificar qual o tipo de estaca e qual a
época do ano em que o teor de carboidratos endógeno favorece o enraizamento das
estacas.
Outra causa do baixo enraizamento de estacas de jabuticabeira pode ser a
intensa oxidação de compostos fenólicos que ocorre logo após o corte do ramo,
visualizada pelo escurecimento dos tecidos no local do corte. Nesse sentido, Sato et
al. (2001) relatam que os compostos fenólicos são oxidados pelas enzimas
polifenases, produzindo substâncias tóxicas que inibem o enraizamento de
explantes in vitro. Portanto, deve ser recomendada a utilização de substâncias
antioxidantes, na retirada de estacas de plantas de jabuticabeira, tais como o ácido
cítrico, ácido ascórbico e a polivinilpirolidona (PVP).
Outro método de propagação vegetativa que é muito utilizado em fruteiras é
a enxertia, no qual ocorre a combinação de características desejáveis de dois
genótipos, o porta-enxerto e o enxerto (HARTMANN et al., 2002). Sampaio (1984)
obteve até 85% de brotação de enxertos de P. jaboticaba ‘Sabará’, enxertada sobre
a mesma espécie, utilizando método de enxertia por encostia, durante o outono-
inverno. Para outras fruteiras da família Myrtaceae, Bezerra et al. (1999) e Bezerra
et al. (2002), trabalhando com enxertia de pitangueira, obtiveram até 81,5% de
brotação, enquanto que Sampaio (1983), testando a enxertia em uvaieira, obteve até
57% de brotação. Dessa forma, observa-se que a enxertia apresenta resultados
satisfatórios na formação de mudas de fruteiras da família Myrtaceae, incluindo a
jabuticabeira, o que pode proporcionar a obtenção de elevado número de mudas em
viveiros comerciais. Porém, esta técnica é comumente recomendada de forma
20
empírica e, tendo em vista a limitação em número de trabalhos na literatura, o
desenvolvimento destes é importante.
A mergulhia aérea, outro método de propagação, também denominada de
alporquia, concilia o enraizamento à conexão com a planta-matriz, ampliando as
condições para que a rizogênese aconteça. Neste método o desenvolvimento das
raízes é auxiliado pela aplicação exógena de auxinas e pelo anelamento do ramo
que impede que carboidratos, reguladores vegetais e outras substâncias produzidas
pelas folhas e gemas sejam transladados para outras partes da planta. Por sua vez,
o xilema não é afetado, fornecendo água e elementos minerais ao ramo
(HARTMANN et al., 2002). Dessa forma, esta parece ser a técnica mais promissora
para propagação vegetativa da jabuticabeira, que apresenta difícil enraizamento de
estacas, pois proporciona a reunião de maior número de co-fatores do
enraizamento. Isto foi comprovado recentemente por Danner et al. (2006), os quais
obtiveram até 100% de enraizamento de alporques de P. cauliflora, utilizando AIB
nas concentrações de 4000 e 6000 mg L
-1
. Além disso, estes autores observaram
que quando a alporquia foi efetuada em dezembro, coincidindo com época de pós-
frutificação e intenso crescimento vegetativo das plantas, dispensa-se o uso de AIB
para o enraizamento dos alporques. Além do alto percentual de enraizamento, a
alporquia apresenta a vantagem da independência de infraestrutura (casa-de-
vegetação com sistema de nebulização), o que facilita a propagação em pequena
escala, por produtores rurais que possuem plantas da espécie em sua propriedade.
Além dos métodos tradicionais de propagação vegetativa, existe ainda a
micropropagação ou propagação in vitro, que consiste no desenvolvimento de
plantas em meio artificial, sob condições assépticas, a partir de pequenos
propágulos denominados de explantes, que podem ser oriundos de qualquer parte
vegetal. Segundo Grattapaglia e Machado (1998) a atividade comercial da
micropropagação concentra-se principalmente na limpeza clonal e na multiplicação
de espécies ornamentais herbáceas e arbustivas e em segundo plano de lenhosas,
com destaque para a multiplicação de porta-enxertos de fruteiras de clima
temperado e espécies florestais de rápido crescimento.
Deberg e Maene (1981) e Grattapaglia e Machado (1998) descrevem cinco
estádios principais para o processo de micropropagação, que são:
- Estádio zero: cultivo de matrizes em condições fitossanitárias adequadas,
mantendo o máximo de assepsia possível. Normalmente, as plantas-matrizes são
21
cultivadas em casa-de-vegetação e sob aplicações semanais de fungicidas e
bactericidas;
- Estádio 1: Estabelecimento - nesta fase deve ser dada especial atenção
para as condições do explante, objetivando a sobrevivência do mesmo. É
importante evitar a contaminação. Para isso, efetua-se a desinfestação dos
explantes, normalmente realizada com produtos a base de cloro, e também pode ser
efetuada a adição de antibióticos e fungicidas no meio de cultura. Também é
importante evitar danos de oxidação dos tecidos do explante, o que pode ser
alcançado com a adição de substâncias antioxidantes no meio de cultura, como
ácido cítrico e ascórbico e carvão ativado;
- Estádio 2: multiplicação - nesta fase cultivam-se as brotações com a
finalidade de aumentar o seu número, utilizando como fitorregulador principalmente
a citocinina (na maioria dos casos o BAP, benzilaminopurina);
- Estádio 3: alongamento de brotações e enraizamento - nesta fase nem
sempre o alongamento de brotações é necessário, porém pode ser obtido utilizando
giberelinas, como o ácido giberélico (GA
3
). A auxina é o regulador de crescimento
utilizado na fase de indução de raízes, sendo os mais utilizados o AIB (ácido
indolbutírico), ANA (ácido naftalenoacético) e AIA (ácido indolacético), seguindo-se o
desenvolvimento da raiz;
- Estádio 4: Aclimatização – procede-se ao transplante das plantas
desenvolvidas in vitro para as condições naturais, primeiramente em condições de
casa-de-vegetação e, mais tarde, para o campo.
Estas cinco estádios nem sempre são rigorosamente seguidas, devido as
peculiaridades que cada espécie apresenta.
Alguns estudos iniciais de desinfestação e estabelecimento in vitro de
fruteiras nativas da família Myrtaceae são relatados para goiabeira serrana,
pitangueira, araçazeiro e jabuticabeira (SOUZA et al., 2006; SOUZA; SCHUCH;
SILVA, 2006; PICOLOTTO et al., 2007). O desenvolvimento desta técnica de
propagação vegetativa em jabuticabeira poderá trazer vantagens adicionais, como a
obtenção de grande número de plantas em pequeno espaço físico e de tempo e, na
obtenção de mudas livres de patógenos, se utilizada a cultura de meristemas.
22
3 MATERIAL E MÉTODOS
Testou-se a eficiência das técnicas de estaquia, enxertia e alporquia para
formação de mudas de jabuticabeira (Plinia sp.), em quatro experimentos, e a
desinfestação e estabelecimento inicial in vitro de explantes de seedlings de
jabuticabeira (Plinia trunciflora).
3.1 EXPERIMENTO 1: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ESTACAS LENHOSAS
As estacas foram coletadas de uma planta-matriz de jabuticabeira (P.
cauliflora) em idade produtiva, no município de Vitorino-PR. Foram utilizados ramos
lenhosos, com folhagem abundante, diâmetro entre 1,5 a 2,0 cm e comprimento de
100 a 120 cm. O experimento foi instalado em janeiro de 2008.
Após a coleta, as estacas foram acondicionadas numa caixa contendo 100 L
de água e transportadas até a Universidade Tecnológica Federal do Paraná
(UTFPR), Campus Pato Branco (26°11’50” S; 52°41’26” W; 816 m de altitude), onde
o experimento foi instalado em casa-de-vegetação coberta somente com tela de
sombreamento 70%.
O delineamento experimental foi de blocos ao acaso, com quatro repetições,
no esquema fatorial 4 x 2, constituindo-se de quatro concentrações de ácido
indolbutírico - AIB (zero, 2000, 4000 e 6000 mg L
-1
) e dois procedimentos (corte
vertical ou anelamento da estaca). A unidade experimental foi constituída por duas
estacas lenhosas de jabuticabeira. O AIB foi diluído em KCl 5 M, utilizando 10% do
volume final a ser preparado e o restante (90% do volume final) foi completado com
água destilada, após a diluição.
Na preparação das estacas, foi efetuado um corte longitudinal na porção
basal, onde geralmente ocorre oxidação. Em metade do número das estacas foi
realizado o procedimento do anelamento, pela retirada de um anel de casca de 1,5
cm de largura (local para a emissão das raízes) na altura de 35 cm da base da
23
estaca, o qual foi recoberto com fina camada de algodão e embebido na solução de
AIB nas concentrações correspondentes. Em seguida, os ramos foram
acondicionados em frascos plásticos de 1 L, contendo água. Nas demais estacas foi
realizado o procedimento do corte vertical (Figura 1A), com auxílio de um canivete,
da base até a altura de 35 cm. Em seguida, metade do caule cortado foi inserido em
frasco plástico de 1 L, contendo água, e outra metade cortada do caule (local para a
emissão de raízes), que ficou externamente ao frasco e diretamente no substrato, foi
umedecida na solução de AIB nas concentrações correspondentes.
Os frascos plásticos contendo as estacas foram vedados com algodão e
cera de abelha aquecida a 65°C, sendo que o anelamento e o início do corte vertical
ficou localizado de 1 a 2 cm acima do gargalo dos frascos. Estes foram
acondicionados em vasos plásticos com capacidade de 30 L, contendo como
substrato solo, até a altura do gargalo do frasco, e o restante do vaso foi preenchido
com o substrato Plantmax
®
Hortaliças, para facilitar a observação quando da
formação de raízes.
Para que fosse possível o reabastecimento de água para os frascos
contendo as estacas, realizou-se a perfuração próximo ao gargalo do frasco
enterrado e também na base de uma garrafa pet de dois litros, colocada
exteriormente ao substrato, sendo ambos os frascos interligados por uma mangueira
com 5 mm de diâmetro e 25 cm de comprimento. As extremidades da mangueira
foram vedadas com resina epóxi, formando sistema de vasos comunicantes (Figura
1B). A cada 3 ou 4 dias foi realizado o reabastecimento de água na garrafa pet.
A avaliação do percentual de enraizamento foi realizada 180 dias após a
implantação do experimento. Os dados foram transformados à
5,0+x
e
submetidos à análise de variância (P≤0,05), pelo programa computacional ‘Genes’
(CRUZ, 2006).
24
A
B
Figura 1 – A: Detalhe do corte vertical efetuado nas estacas lenhosas de jabuticabeira (Plinia
cauliflora), metade do caule cortado permaneceu dentro do frasco e metade fora, em contato
com o substrato. B: Aspecto geral do acondicionamento das estacas. UTFPR, Campus Pato
Branco, 2009.
3.2 EXPERIMENTO 2: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ESTACAS APICAIS HERBÁCEAS
Para a execução do experimento foi utilizado material vegetativo de uma
planta nativa de jabuticabeira (P. cauliflora) localizada no município de Vitorino-PR.
Foram coletados ramos apicais herbáceos de jabuticabeira do último ciclo de
crescimento (comprimento de 10 cm). Após a coleta, os ramos foram
acondicionados em baldes contendo solução de polivinilpirolidona (PVP) a 3.000 mg
L
-1
, para evitar a oxidação. Em seguida, o material vegetal foi transportado até a
UTFPR, Campus Pato Branco.
O delineamento experimental foi de blocos ao acaso, com quatro repetições,
no esquema fatorial 5 x 2, constituindo-se de cinco concentrações de AIB (zero,
2000, 4000, 6000 e 8000 mg L
-1
) e duas épocas de implantação (outubro e
dezembro de 2007). A unidade experimental foi constituída por quinze estacas
apicais herbáceas de jabuticabeira.
25
Na casa-de-vegetação foram preparadas as estacas apicais herbáceas de 2
a 3 mm de diâmetro e 5 a 7 cm de comprimento. Foram mantidas duas folhas
inteiras na extremidade apical e a base da estaca foi cortada em bisel próximo a
uma gema vegetativa. A seguir, as estacas foram tratadas com AIB em pó, na
concentração correspondente, pelo contato de 1 cm da base. A concentração zero
constou do contato da base da estaca em talco industrial sem AIB.
O AIB em pó foi preparado antecipadamente no Laboratório de Fisiologia
Vegetal da UTFPR, Campus Pato Branco. A quantidade de AIB na concentração
correspondente foi misturada em talco industrial. Em seguida, foi adicionado álcool
etílico absoluto, formando uma pasta homogênea, que foi colocada em estufa de
secagem a 35 ± 2°C por três dias, para total secagem e evaporação do álcool etílico,
efetuando-se mistura diariamente.
Após o tratamento com AIB, as estacas foram acondicionadas em bandejas
plásticas com tampa de 20 x 09 x 15 cm (2700 cm
3
), contendo vermiculita como
substrato, até a metade da bandeja (1350 cm
3
), sendo esta previamente umedecida
com água. As estacas foram colocadas no substrato até 1/2 do seu comprimento
(Figura 2). As embalagens contendo as estacas foram acondicionadas em casa-de-
vegetação com temperatura controlada (mínima de 15°C e máxima de 28°C).
Diariamente, a vermiculita foi levemente umedecida com auxílio de um borrifador.
Figura 2 - Aspecto do experimento com estacas apicais herbáceas de jabuticabeira (Plinia
cauliflora), acondicionadas em bandejas plásticas, contendo vermiculita como substrato.
UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
26
A avaliação do percentual de enraizamento foi realizada 180 dias após a
implantação do experimento. Os dados foram transformados à
5,0+x
e
submetidos à análise de variância (P≤0,05), pelo programa computacional ‘Genes’
(CRUZ, 2006).
3.3 EXPERIMENTO 3: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia sp.) POR
ENXERTIA
Foi testada a compatibilidade de enxertia de três espécies de jabuticabeira
(P. cauliflora, P. trunciflora, P. jaboticaba) sobre porta-enxertos de P. cauliflora, que
é a espécie de ocorrência natural na região Sudoeste do Paraná.
O delineamento experimental adotado foi de blocos ao acaso, com quatro
repetições, no esquema fatorial 3 x 2, constituindo-se de três espécies de enxertos e
duas épocas de implantação (maio e agosto de 2008). A unidade experimental foi
constituída por oito enxertos.
Como porta-enxertos, utilizou-se plantas oriundas de sementes de
jabuticabeiras nativas da região Sudoeste do Paraná (P. cauliflora), com 18 e 21
meses de idade, para a época de maio e de agosto, respectivamente. O material
vegetativo dos enxertos foram retirados de ramos apicais de plantas das espécies P.
cauliflora, P. trunciflora e P. jaboticaba, ambas em fase produtiva, localizadas no
município de Itapejara D`Oeste-PR.
Em casa-de-vegetação foi procedida à enxertia de topo em fenda cheia,
efetuando-se primeiramente um corte no porta-enxerto, a altura de 15 a 20 cm,
fazendo-se também uma fenda vertical utilizando canivete. O enxerto foi, então,
preparado com aproximadamente 10 cm de comprimento, retirando-se todas as
folhas, e a porção apical do enxerto foi recoberta com parafina derretida, para evitar
sua desidratação. Efetuou-se, então, um corte em forma de cunha na base do
enxerto, a qual foi inserida na fenda do porta-enxerto, de forma que os câmbios
vegetais permanecessem justapostos. Em seguida, efetuou-se o amarrio com fita de
enxertia. Tanto enxertos quanto porta-enxertos apresentavam diâmetro de 1,0 cm
aproximadamente. As folhas existentes no porta-enxerto, abaixo do ponto de
27
enxertia, não foram retiradas, para manter a atividade fotossintética da planta até
que houvesse a união dos tecidos do porta-enxerto e do garfo e, a brotação do
enxerto (Figura 3).
Figura 3 – Enxerto de Plinia trunciflora sobre P. cauliflora, com detalhe do ponto de enxertia e
dos ramos mantidos no porta-enxerto. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
As plantas enxertadas foram mantidas em casa-de-vegetação com
temperatura controlada (mínima de 15°C e máxima de 28°C).
A avaliação do percentual de brotação dos enxertos e do número e tamanho
de brotos foram realizados 90 dias após a implantação do experimento. Os dados
foram transformados à
x , submetidos à análise de variância (P≤0,05), e ao teste
de Tukey (P≤0,05) pelo programa computacional ‘Genes’ (CRUZ, 2006).
3.4 EXPERIMENTO 4: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ALPORQUIA
Foram utilizadas plantas adultas de jabuticabeira (Plinia cauliflora), com
aproximadamente 20 anos de idade, localizadas no município de Vitorino-PR. O
experimento foi instalado em dezembro de 2007.
28
O delineamento experimental adotado foi de blocos ao acaso, com oito
repetições (representadas por plantas de jabuticabeira), no esquema fatorial 2 x 2,
constituindo-se de dois diâmetros de ramo (1,0-1,5 cm e 2,0-2,5 cm) e duas larguras
do anelamento (1,5 cm e 3,0 cm).
Nas plantas foram escolhidos ramos com boa sanidade, vigor e com
diâmetro desejado para realizar-se a alporquia. Procedeu-se a retirada da casca em
forma de anel na largura desejada, a qual foi recoberta com fina camada de algodão
e embebido na solução de AIB de 4000 mg L
-1
(DANNER et al., 2006). Em seguida,
colocou-se 1,5 a 2 L de substrato Plantmax
®
Hortaliças umedecido e retido por
pacote plástico, amarrado nas extremidades (Figura 4). Mensalmente os alporques
foram umedecidos com 60 mL de água, utilizando-se seringa plástica.
A avaliação do percentual de enraizamento foi realizada 180 dias após a
implantação do experimento. Os dados foram transformados à
5,0+x
. Efetuou-se
também a avaliação do número e comprimento de raízes formadas. Os dados foram
submetidos à análise de variância (P≤0,05), pelo programa computacional ‘Genes’
(CRUZ, 2006).
Figura 4 – Alporque em ramo de jabuticabeira (Plinia cauliflora), com 1,5 cm de diâmetro, com
substrato Plantmax
®
. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
29
3.5 EXPERIMENTO 5: DESINFESTAÇÃO E ESTABELECIMENTO IN VITRO DE
JABUTICABEIRA (Plinia trunciflora)
O trabalho foi realizado no laboratório de micropropagação pertencente ao
Centro de Biotecnologia Agroindustrial do Paraná (CENBAPAR), localizado em Pato
Branco-PR, de junho a agosto de 2008. Foram utilizados como explantes segmentos
caulinares com aproximadamente 1,0 cm de comprimento, contendo uma gema e
segmentos de raízes também com 1,0 cm, provenientes de seedlings de
jabuticabeira (P. trunciflora), oriundas de sementes coletadas de uma planta adulta,
em abril de 2008. As sementes foram primeiramente desinfestadas, através da
imersão por 15 minutos em solução de hipoclorito de sódio 1,25% (50% do produto
comercial) e, em seguida, semeadas em bandejas plásticas contendo vermiculita
autoclavada. As bandejas plásticas foram previamente desinfestadas, pela limpeza
com toalha de papel umedecida com solução de hipoclorito de sódio 1,25%. As
plântulas foram cultivadas em casa-de-vegetação com temperatura controlada
(mínima de 15°C e máxima de 28°C), até 65 dias da semeadura. O substrato foi
umedecido diariamente com água destilada autoclavada.
O delineamento experimental utilizado foi inteiramente casualizado, com
quatro repetições, no esquema fatorial 2 x 3, sendo dois diferentes segmentos
(caulinares e radiculares) e três variações de tempo em que os segmentos ficaram
submersos em hipoclorito de sódio 1,25% (cinco, 10 e 15 minutos). A unidade
experimental foi constituída de quatro tubos de ensaio contendo um explante cada.
Após a coleta, os segmentos foram preparados com 1,0 cm. Dos explantes
caulinares retiraram-se todas as folhas. A desinfestação foi procedida primeiramente
com lavagem em água destilada autoclavada acrescida de 2 gotas de Tween 20
®
,
por período de 10 minutos. Depois, os explantes foram enxaguados em água
destilada autoclavada e mergulhados em álcool 70% por 30 segundos. Em seguida,
foram colocados no hipoclorito de sódio a 1,25% durante o período estipulado para
cada tratamento e por fim lavados três vezes em água destilada autoclavada, sendo
que a última lavagem foi realizada em câmara de fluxo laminar.
Após a assepsia, o material foi transferido para tubos de ensaio, contendo 10
mL de meio de cultivo MS (MURASHIGE; SKOOG, 1962) com redução de 50% dos
seus sais e, acrescido de 30 g L
-1
de sacarose e 0,4 mg L
-1
da citocinina BAP
30
(benzilaminopurina). O pH do meio foi previamente ajustado para 5,8, antes da
inclusão do ágar na concentração de 9 g L
-1
e, posteriormente, os tubos contendo o
meio foram autoclavados a 120°C a 1 atm, por 15 minutos.
Após a inoculação, os explantes permaneceram por sete dias em sala de
crescimento com temperatura 25 ± 2°C e ausência de luz. Posteriormente a este
período, ainda na sala de crescimento, os explantes permaneceram sob 16 horas
diárias de fotoperíodo, com densidade de fluxo de fótons de 27 µmol m
-2
s
-1
.
As avaliações de contaminação por fungos e/ou bactérias foram realizadas
pela observação visual, a cada 3 ou 4 dias, do 7° ao 45° dia da implantação. Ao final
deste período, os explantes não contaminados foram submetidos à contagem de
número de brotos e de folhas expandidas e, após, repicados para novo meio de
cultura (mesma constituição descrita acima) para maior desenvolvimento.
Os dados de percentual de contaminação e número de brotos e folhas foram
transformados a 0,5x + e submetidos à análise de variância (P≤0,05), pelo
programa computacional ‘Genes’ (CRUZ, 2006).
31
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 EXPERIMENTO 1: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia caulifora) POR
ESTACAS LENHOSAS
Não foi verificada interação significativa entre os fatores estudados
(concentração de AIB x procedimento) para o percentual de enraizamento, nem
significância para os fatores considerados isoladamente (Tabela 1). O fato de não
haver diferença significativa, apesar das diferenças numéricas serem expressivas,
se deve ao alto coeficiente de variação (101,4%), o qual pode ter sido causado pela
heterogeneidade na condição fisiológica de cada estaca e/ou no pequeno número de
estacas utilizadas por unidade experimental (duas), o qual foi escolhido em função
da disponibilidade de material vegetal da planta-matriz.
Tabela 1 – Porcentagem de enraizamento de estacas lenhosas de jabuticabeira (Plinia
cauliflora) em função da concentração de AIB (mg L
-1
) e do procedimento realizado na estaca
(anelamento ou corte vertical). UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
Concentração AIB (mg L
-1
)
Procedimento Zero 2000 4000 6000 Média
Anelamento
0,0 12,5 12,5 12,5 9,4
NS
Corte vertical
0,0 12,5 25,0 50,0 21,9
Média
0,0
NS
12,5 18,8 31,3 CV(%) = 101,4
NS
: Não significativo pelo teste F (P≤0,05).
Entretanto, os dados indicam que o enraizamento das estacas lenhosas é
dependente da aplicação de AIB e foi maior quando conjugado com o procedimento
corte vertical. Inclusive, a maior porcentagem de enraizamento (50%) foi obtida com
corte vertical e a maior concentração de AIB (6000 mg L
-1
), que foi numericamente
bem superior aos demais tratamentos. O enraizamento das estacas se deu na
região da estaca que ficou diretamente no substrato e na qual foi efetuada a
aplicação de AIB (Figura 5). De forma semelhante ao presente trabalho, Husen e Pal
(2003) observaram que a fragmentação vertical de estacas de teca (Tectona
32
grandis), espécie lenhosa utilizada para obtenção de madeira, proporcionou
aumento do enraizamento das mesmas, sendo máximo de 88%, quando conjugado
com a maior concentração de AIB (2000 mg L
-1
), o que aumentou também o
crescimento de raízes e das brotações. Entretanto, estes autores utilizaram estacas
herbáceas, oriundas de seedlings de 1 ano de idade, ao contrário do presente
trabalho, no qual as estacas eram lenhosas e de grande porte.
Neste experimento, observou-se que a formação de calos ocorreu apenas
nas estacas que enraizaram. Também Barbosa et al. (2007) observaram que o
enraizamento de estacas lenhosas de pereira ‘Limeira’ se deu na região do corte
basal e apenas quando houve a formação de calos. O calo é formado quando há
lesionamento dos tecidos do xilema e do floema, o que é resultado do corte efetuado
nas estacas. Nesse sentido, Hamann (1998) observaram as mudanças anatômicas
que ocorrem durante a formação de raízes adventícias. Elas consistem em quatro
estágios principais: 1) proliferação das células na base do corte; 2) desdiferenciação
do tecido vascular e periderme; 3) desdiferenciação de uma zona perto do câmbio e
do floema ferido para formar uma raiz inicial; 4) formação de um meristema de raiz.
Também foi observado que a maioria das estacas de jabuticabeira não
manteve suas folhas, inclusive aquelas que enraizaram. Portanto, parece que o
potencial de enraizamento das estacas lenhosas de jabuticabeira não está
relacionado com a manutenção das folhas, ao contrário do observado para estacas
herbáceas de videira (ROBERTO et al., 2006).
O fato de ter sido obtido até 50% de enraizamento neste experimento deve
ser considerado satisfatório, visto que, até o momento, o máximo de enraizamento
de estacas foi de 60% (DUARTE; HUETE; LÜDDERS, 1997). Este autores utilizaram
estacas herbáceas de P. cauliflora, tratadas com 1000 mg L
-1
de AIB e mantidas
câmara de polietileno hermeticamente fechada sob 50% de sombreamento. Os
autores relatam que nesta câmara hermética a temperatura do substrato foi mantida
entre 30 e 35°C, o que favoreceu o enraizamento. Outros autores obtiveram
percentuais de enraizamento de estacas de P. jaboticaba entre 30 e 40%
(SCARPARE FILHO et al., 1999; SCARPARE et al., 2002; PEREIRA et al., 2005),
sempre utilizando estacas herbáceas. É importante salientar que no atual trabalho
foram utilizadas estacas lenhosas de grande porte, para as quais os resultados são
escassos na literatura, sendo documentado enraizamento nulo para este tipo de
estaca em Plinia cauliflora (ANDERSEN; GOMES, 1976).
33
Figura 5 – Raízes formadas de estaca lenhosa de jabuticabeira (Plinia cauliflora) submetida ao
corte vertical. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
4.2 EXPERIMENTO 2: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ESTACAS APICAIS HERBÁCEAS
Não foi observada interação significativa entre os fatores estudados
(concentrações de AIB x épocas), tampouco para os fatores considerados
isoladamente. Na primeira época (outubro), houve maior porcentagem de
enraizamento (7,1%), embora não diferindo significativamente de dezembro (2,3%)
(Tabela 2). Em outubro, logo após o término da frutificação, a jabuticabeira
apresentava brotações novas, as quais foram utilizadas para confeccionar as
estacas. Ao contrário, em dezembro, a planta não estava emitindo brotações e as
estacas apicais estavam mais lignificadas, o que pode ter prejudicado ainda mais o
enraizamento. Além disso, Kachecheba (1976) relata que diferenças sazonais no
enraizamento de cultivares de hibisco foram devidas às diferenças no conteúdo de
auxinas das estacas, que são maiores durante o acelerado crescimento vegetativo
da planta-matriz, o que pode ter ocorrido também para a jabuticabeira neste
experimento.
34
Tabela 2 – Porcentagem de enraizamento de estacas apicais herbáceas de jabuticabeira (Plinia
cauliflora) em função da concentração de AIB (mg L
-1
) e da época de coleta. UTFPR, Campus
Pato Branco, 2009.
Concentração AIB (mg L
-1
)
Época Zero 2000 4000 6000 8000 Média
Outubro
3,3 10,0 10,0 5,0 3,3 7,1
NS
Dezembro
0,0 3,3 3,3 3,3 1,7 2,3
Média
1,7
NS
6,7 6,7 4,2 2,5 CV(%) = 86,6
NS
: Não significativo pelo teste F (P≤0,05).
Mesmo assim, o percentual de enraizamento foi baixo, no máximo de 10%
(em outubro e utilizando concentração de 2000 e 4000 mg L
-1
de AIB). Assim,
provavelmente faltaram os demais co-fatores responsáveis pelo enraizamento, como
o nível adequado de carboidratos, visto que são considerados co-fatores do
enraizamento, pois são fontes de energia e carbono para a iniciação de raízes
adventícias (HAISSIG, 1974; TORRES, 2003). Nesse sentido, observou-se que
apenas estacas que mantiveram suas folhas durante todo o período do experimento,
formaram calo e enraizaram (Figura 6). Assim, o enraizamento de estacas
herbáceas de jabuticabeira parece ter relação com a manutenção das folhas na
estaca, o que não ocorreu com as estacas lenhosas (ver item 4.1). Roberto et al.
(2006) também observaram que estacas herbáceas de porta-enxertos de videira,
nas quais foram mantidas as folhas, apresentaram maior percentual de
enraizamento e de número de raízes, em relação a estacas nas quais as folhas
foram retiradas no início do experimento. Segundo Couvillon (1988) as folhas das
estacas auxiliam no enraizamento, visto que são responsáveis por produzir auxinas
e carboidratos, os quais continuam a ser sintetizados através da fotossíntese
durante a permanência das estacas no substrato.
35
Figura 6 – Raízes formadas de estacas apicais herbáceas de jabuticabeira (Plinia cauliflora)
que mantiveram as folhas durante todo o experimento. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
Observou-se que as maiores porcentagens de enraizamento, embora sem
apresentar diferença significativa, foram obtidas com a utilização de 2000 e 4000 mg
L
-1
de AIB (6,7%), decrescendo com 6000 e 8000 mg L
-1
(4,2 e 2,5%,
respectivamente), o que demonstra efeito de inibição ocorrido nestas concentrações.
Este efeito não foi observado nas estacas lenhosas de jabuticabeira, visto que o
enraizamento foi crescente com as concentrações de AIB (ver item 4.1). Isto
ocorreu, porque estacas menos lignificadas requerem menor estímulo pela aplicação
exógena de auxinas do que as lenhosas, tanto para iniciar quanto para expressar
inibição do enraizamento (GONZÁLEZ; SCHIMIDT, 1992). Carpenter e Cornell
(1992) também observaram efeito inibitório de altas concentrações de AIB. Houve
redução do número e desenvolvimento de raízes de estacas de hibisco sob
concentrações de 8000 e 10000 mg L
-1
, dependendo da cultivar utilizada e do tempo
de exposição ao AIB. Este efeito também foi observado por Scarpare et al. (2002),
em jabuticabeira ‘Sabará’ (Plinia jaboticaba), sob concentrações superiores a 6000
mg L
-1
, semelhantemente ao presente trabalho; e por Franzon, Antunes e Raseira
(2004) observaram efeito de fitotoxidez em estacas de goiabeira serrana (Acca
sellowiana, Myrtaceae) a partir das concentrações de 4000 mg L
-1
de AIB.
Alguns trabalhos na literatura indicam variáveis percentuais de enraizamento
de estacas de jabuticabeira, o qual é normalmente baixo, se comparado com o de
outras fruteiras. Por exemplo, Leonel et al. (1991), estudando o efeito da aplicação
de AIB (2000 e 5000 mg L
-1
) e ácido naftalenoacético (ANA) (1500 e 3000 mg L
-1
),
ambos associados ou não com ácido bórico (H
3
BO
3
) na concentração de 150 mg L
-1
,
observaram apenas a formação de calo na base de estacas semilenhosas de P.
36
cauliflora, sem haver enraizamento. Por outro lado, Scarpare Filho et al. (1999)
obtiveram enraizamento de até 38% de estacas de P. jaboticaba oriundas de
brotações novas, após poda drástica da planta-matriz; e Duarte, Huete e Lüdders
(1997) verificaram até 60% de enraizamento de estacas apicais herbáceas de
jabuticabeira (Plinia cauliflora), tratadas com 1000 mg L
-1
de AIB e submetidas à
câmara de polietileno hermeticamente fechada sob 50% de sombreamento. Para
Pereira et al. (2005), o enraizamento das estacas apicais de jabuticabeira ‘Sabará’
(P. jaboticaba) foi de até 39,6%, sendo influenciada pelos valores de pH do
substrato. Observa-se, portanto, que já foram obtidos percentuais consideráveis de
enraizamento de estacas de jabuticabeira, principalmente herbáceas, considerando
a dificuldade para tal. Entretanto, ainda são necessários mais trabalhos com o intuito
de proporcionar aumento no percentual de enraizamento de estacas e desenvolver
uma metodologia que facilite a propagação de mudas em larga escala.
A dificuldade em se propagar espécies da família Myrtaceae é comprovada
por outros trabalhos em diferentes espécies. Em goiabeira serrana (Acca sellowiana
Berg), Figueiredo, Kersten e Schuch (1995) obtiveram médias inferiores a 10% de
enraizamento. Com a mesma espécie, Franzon, Antunes e Raseira (2004) não
conseguiram enraizamento de estacas lenhosas e nem herbáceas, e Duarte,
Fachinello e Santos Filho (1992) obtiveram até 31,5% de enraizamento. Coutinho et
al. (1991) não observaram enraizamento de estacas semilenhosas tratadas com
diferentes concentrações de AIB de guabijuzeiro (Myrcianthes puncens), pitangueira
(Eugenia uniflora) e cerejeira-do-mato (Eugenia involucrata); enquanto que para
goiabeira serrana (Acca sellowiana), e araçazeiro (Psidium cattleyanum) houve
baixa porcentagem de enraizamento (máximo de 6,33% e 2,66%, respectivamente).
Por outro lado, em eucalipto, espécie de maior importância econômica da
família Myrtaceae, o uso da técnica de miniestaquia proporciona altas taxas de
enraizamento, redução do tempo para formação de mudas e redução na
concentração de AIB a ser utilizada, em comparação aos meios convencionais de
estaquia. Esta técnica é empregada atualmente para produção de mudas em larga
escala em várias espécies de Eucalyptus, na qual as miniestacas são obtidas pela
poda de brotações de uma minicepa, a qual pode ser obtida de mudas
rejuvenescidas por processo de miniestaquia (TITON et al., 2003; FERREIRA et al.,
2004). Portanto, a miniestaquia pode ser uma técnica a ser testada em jabuticabeira,
37
já que os métodos de estaquia utilizados no presente trabalho não apresentaram
bons resultados.
Isto demonstra a importância do rejuvenescimento dos tecidos vegetais para
a propagação vegetativa de espécies de difícil enraizamento de estacas, como é o
caso da jabuticabeira. Por isso, seria indicado testar pré-tratamentos das plantas-
matrizes para obtenção de estacas, como o uso de estiolamento, combinado com
anelamento e também poda drástica, visando o rejuvenescimento dos tecidos.
Estiolamento é o processo de desenvolvimento de brotos, ramos, ou partes
dos ramos na ausência de luz. O estiolamento dos ramos aumenta a concentração
de auxinas no ramo, diminui a lignificação dos tecidos, aumenta o acúmulo de amido
na região estiolada e diminui o conteúdo de co-fatores negativos ao enraizamento,
especialmente AIA-oxidase (KAWASE, 1965; DOUD; CARLSON, 1977; MAYNARD;
BASSUK, 1987). Outro efeito observado foi o aumento da atividade da enzima
polifenol oxidase (AL BARAZI; SCHWABE, 1984), a qual parece ser um co-fator de
enraizamento de estacas de macieira (BASSUK; HUNTER; HOWARD, 1981), pois
vários compostos fenólicos auxiliam no metabolismo das auxinas, favorecendo o
enraizamento (ZENK; MULLER, 1963; JAMES; THURBON, 1981). Dessa forma, se
observa que ocorrem alterações dos teores de carboidratos, dos compostos
fenólicos e dos reguladores de crescimento em plantas estioladas, de maneira que
permaneçam numa condição fisiológica em que o potencial de enraizamento é
aumentado.
A eficiência do uso de estiolamento para aumentar o enraizamento de
estacas já foi demonstrada em abacateiro ‘Ouro Verde’ (BIASI; KOLLER, 1993) e em
laranjeira ‘Valência’ (CASTRO; KERSTEN, 1996), dentre outras espécies. Para a
jabuticabeira (Plinia cauliflora) este procedimento foi testado por Casagrande Jr. et
al. (2000), os quais não observaram efeito positivo do estiolamento no enraizamento,
o qual foi muito baixo (média de 2,1%), mesmo sem estiolamento. Além disso,
Scarpare et al. (2002) utilizando estacas semilenhosas, não observaram formação
de raízes em estacas com ou sem estiolamento. Entretanto, testes com
modificações na metodologia são necessários para ajustar as melhores condições
de realização do estiolamento em jabuticabeira.
A aplicação de reguladores vegetais, conjugada com o estiolamento também
pode ser utilizada em jabuticabeira. Nesse sentido, Maynard e Bassuk (1986)
observaram elevado enraizamento de estacas de várias espécies ornamentais,
38
utilizando estiolamento conjugado com a colocação de uma fita na base do ramo
estiolado contendo 0,8% de AIB em talco.
É documentado na literatura que estacas de consistência mais herbácea
apresentam maior capacidade de enraizamento, pois requerem menor estímulo pela
aplicação exógena de fitorreguladores do que as lenhosas (GONZÁLEZ; SCHIMIDT,
1992) e que, com o envelhecimento dos tecidos da estaca, ocorre o aumento do
nível endógeno de inibidores do enraizamento (SOUZA et al., 1992; XAVIER;
COMÉRCIO, 1996). Entretanto, neste trabalho isto não se confirmou, pois as
estacas lenhosas apresentaram maior enraizamento (ver item 4.1), o que pode ser
devido à maior quantidade de carboidratos destas estacas, em relação às estacas
herbáceas, pois o enraizamento está relacionado ao teor endógeno de carboidratos
nas estacas (POULSEN; ANDERSEN, 1980; TORRES, 2003; RAPAKA et al., 2005;
HUSEN; PAL, 2007). Nesse sentido, Beyl, Ghale e Zhang (1995) e Palanisamy e
Kumar (1997) evidenciam que o comprimento da estaca influencia mais no
enraizamento do que seu diâmetro.
Além disso, Henry, Blazich e Hinesley (1992) observaram que, a adubação
com nitrogênio da planta-matriz de Juniperus virginiana, proporcionou maior
acúmulo de carboidratos (amido e açucares solúveis) nas estacas e, em
consequência, houve maior percentual e desenvolvimento radicular. Este fato
demonstra a importância do estado nutricional da planta-matriz na qualidade das
estacas e no posterior enraizamento, o que deve ser alvo de trabalhos posteriores
em jabuticabeira. Por outro lado, Hambrick, Davies Jr. e Pemberton (1991)
observaram que as estacas de rosa (Rosa multiflora) apresentaram variação sazonal
de enraizamento, o qual foi maior em novembro e dezembro, correspondendo com o
maior índice da relação carboidrato/nitrogênio encontrada nas estacas.
Alguns compostos fenólicos têm sido investigados com intuito de promover
maiores taxas de enraizamento de estaca e, as diidroxiacetofenonas (como o 2-6-
DHAP), têm se destacado. Estes fenóis atuam como inibidores da formação da
auxina conjugada (LEE; STARRATT, 1986), proporcionando maior nível endógeno
de AIB livre e até mesmo atuando como inibidores da ação da enzima oxidativa do
ácido indol-acético (IAA oxidase) (LEE; STARRATT; JEVNIKAR, 1981). Estes
compostos devem ser aplicados antes da aplicação do AIB, favorecendo assim o
enraizamento de estacas, como ocorreu em oliveira (EPSTEIN et al., 1993) e
pessegueiro ‘Okinawa’ (TOFANELLI; ONO; RODRIGUES, 2004). Para jabuticabeira,
39
recomenda-se testar a aplicação de ácidos fenólicos objetivando incrementar os
percentuais de enraizamento de estacas, principalmente as herbáceas e
semilenhosas, técnica ainda não testada para tal. São necessários ajustes de
concentração e tempo de exposição, assim como observar a interação destes ácidos
fenólicos com o AIB, condições que podem diferir entre espécies ou até mesmo
entre genótipos de uma mesma espécie (KLEIN; COHEN; HEBBE, 2000;
TOFANELLI; ONO; RODRIGUES, 2004).
4.3 EXPERIMENTO 3: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia sp.) POR
ENXERTIA
Houve interação significativa entre as espécies enxertadas e as épocas de
realização da enxertia para porcentagem de brotação dos enxertos (Tabela 3).
Houve menor percentual de brotação de enxertos de P. jaboticaba realizados em
agosto (15,6%), sugerindo-se que a presença de frutos nesta espécie e época
estava drenando grande parte dos carboidratos e que os ramos, utilizados como
garfos na enxertia, não apresentavam capacidade para brotação. Portanto, parece
não ser indicada a realização de enxertia com garfos retirados de plantas-matrizes
em frutificação. Salienta-se que, as plantas das outras duas espécies (P. cauliflora e
P. trunciflora), para as quais a brotação dos enxertos foi superior em agosto, ainda
não estavam em florescimento na data de coleta dos garfos. Ao contrário do
presente trabalho, para o umbuzeiro (Spondias tuberosa), Araújo e Castro Neto
(2002) observaram que as diferentes fases fenológicas da planta-matriz, nas
diferentes épocas do ano, não interferiram na brotação dos enxertos.
Observa-se que na média, a enxertia realizada em maio proporcionou maior
percentual de brotação dos enxertos (63,9%), em comparação a enxertia realizada
em agosto (44,5%), embora houve diferença significativa entre as duas épocas,
apenas na espécie P. jaboticaba, que em agosto teve baixa brotação dos enxertos,
pelo motivo já exposto acima. Semelhantemente ao presente trabalho, Gama, Kist e
Accorst (1989) observaram que a melhor época para realização da enxertia em
goiabeira (Psidium guajava, Myrtaceae) foi no mês de maio.
40
Tabela 3 – Porcentagem de brotação, número e comprimento de brotos de enxertos de três
espécies de jabuticabeira (Plinia cauliflora, P. trunciflora, P. jaboticaba) enxertadas sobre P.
cauliflora em duas épocas (maio e agosto). UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
Brotação (%)
Época
Plinia cauliflora Plinia trunciflora Plinia jaboticaba
Média
Maio
50,8 aA* 67,9 aA 72,9 aA 63,9
Agosto
69,2 aA 48,6 aA 15,6 bB 44,5
Média
60,0 58,3 44,3 CV(%) = 13,7
Número de brotos
Maio
2,2 aA* 1,7 bA 1,6 aA 1,8
Agosto
2,3 aB 3,7 aA 1,9 aB 2,6
Média
2,25 2,7 1,75 CV(%) = 14,9
Comprimento (cm) de brotos
Maio
8,9 7,3 9,1 8,4
NS
Agosto
6,7 4,3 9,3 6,8
Média
7,8
NS
5,8 9,2 CV(%) = 22,0
*Médias seguidas de letras distintas, maiúsculas na horizontal e minúsculas na vertical,
diferem entre si pelo teste de Tukey (P≤0,05).
NS
: Não significativo pelo teste F (P≤0,05).
Para o número médio de brotos, a interação entre espécies de jabuticabeira
do enxerto e as épocas de realização da enxertia também foi significativa. Destaca-
se que P. trunciflora foi obtido maior número de brotos em agosto, em comparação
com maio, inclusive com maior número em relação às outras duas espécies (Tabela
3). Assim, nesta época, P. trunciflora teve maior capacidade em formar gemas
vegetativas e consequentemente brotações (Figura 7) e, isto sugere que as mudas
formadas podem ter maior desenvolvimento posterior, devido maior capacidade
fotossintética.
Para o comprimento de brotos não houve interação significativa entre
espécies de enxertos e épocas do ano, tampouco se obteve diferenças significativas
dos fatores considerados individualmente (Tabela 3).
41
Figura 7 – Brotações de Plinia trunciflora enxertada sobre P. cauliflora, após 90 dias da
enxertia. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
Em experimento semelhante ao atual, Mendonça (2000) observou
percentual de brotação de 85%, não diferindo entre as espécies P. cauliflora, P.
jaboticaba e P. trunciflora, enxertadas sobre seedlings de dois anos de P. jaboticaba
‘Sabará’, pela garfagem de topo em fenda cheia. Após 495 dias da enxertia foi
constatado maior crescimento de brotações de P. trunciflora (73,9 cm) em relação às
outras duas espécies. Além disso, Sampaio (1984) observou que a enxertia por
garfagem, realizada no verão, da jabuticabeira P. jaboticaba sobre seedlings de P.
cauliflora, resultou em 30,5% de brotação, enquanto que, utilizando a enxertia por
encostia durante outono-inverno, de P. cauliflora sobre seedlings da mesma espécie,
obteve-se 80% de brotação. Assim, pode-se fazer um paralelo com o atual
experimento, no qual também se observou que, considerando o valor médio, houve
maior brotação de enxertos quando a enxertia foi realizada em maio (outono-
inverno) em relação a agosto (inverno-primavera).
Dessa forma, o trabalho atual comprova que a enxertia proporciona elevada
eficiência na produção de mudas de jabuticabeira, como já relatado na literatura, e
demonstra a compatibilidade aparente de enxertia entre espécies de jabuticabeira,
porém testes histológicos ou acompanhamento por um longo período destas plantas
à campo são necessários para que seja, de fato, constatada a compatibilidade.
Isto é documentado na literatura também para outras espécies frutíferas da
família Myrtaceae. Bezerra et al. (1999) e Bezerra et al. (2002) obtiveram até 81,5%
de brotação em enxertos de pitangueira sobre porta-enxertos orindos de sementes
42
da mesma espécie. Franzon et al. (2008) observaram que a sobrevivência de
enxertos de pitangueira foi maior quando se utilizou garfagem de topo em fenda
cheia (60%) em comparação à garfagem de topo em dupla fenda (44,2%), e que foi
maior também em setembro (67,5%) em comparação a julho (37,5%). Sampaio
(1983) obteve até 57% de brotação de enxertos de uvaieira (Eugenia pyriformis).
Suguino et al. (2003) testaram enxertia de camu-camu (Myrciaria dubia) sobre porta-
enxertos de camu-camu, goiabeira e pitangueira. Os autores observaram que houve
proliferação celular com estabelecimento de conexão vascular no genótipo
compatível (camu-camu) e, ausência de indícios de divisão celular e também
acúmulo de substâncias fenólicas na enxertia de espécies autoincompatíveis
(goiabeira e pitangueira), demonstrando insucesso na enxertia intergenérica. Neste
mesmo teste, a enxertia em fenda lateral proporcionou 79% de brotação dos
enxertos sobre porta-enxerto compatível.
Os resultados obtidos neste experimento indicam que a técnica de enxertia
pode ser utilizada em jabuticabeira, pois proporciona satisfatória formação de mudas
(até 75%), não apresentando incompatibilidade entre as espécies P. cauliflora, P.
trunciflora e P. jaboticaba enxertadas sobre P. cauliflora. Entretanto, ainda é
necessário verificar a evolução do crescimento e o tempo transcorrido da enxertia
até o início da frutificação da muda enxertada.
4.4 EXPERIMENTO 4: PROPAGAÇÃO DE JABUTICABEIRA (Plinia cauliflora) POR
ALPORQUIA
Não houve efeito significativo da interação entre os fatores (diâmetro do
ramo x largura do anelamento). Para os fatores considerados isoladamente, houve
efeito significativo para diâmetro do ramo com relação ao percentual de
enraizamento. O maior diâmetro (2,0-2,5 cm) proporcionou 87,5% de enraizamento,
enquanto que no menor (1,0-1,5 cm) obteve-se 50,0%. Embora sem efeito
significativo da largura de anelamento, observou-se que a maior largura (3 cm)
proporcionou 81,25% de enraizamento, enquanto a largura de 1,5 cm apresentou
56,25%. Para o número e comprimento de raízes, os efeitos dos fatores foram
43
similares ao percentual de enraizamento, destacando-se que, em média o maior
diâmetro de ramo (2,0-2,5 cm) proporcionou 42,3 raízes com 4,15 cm, enquanto que
com ramos de menor diâmetro (1,0-1,5 cm) foram obtidas 5,9 raízes com 1,95 cm
(Tabela 4).
Tabela 4 – Porcentagem de enraizamento e número e comprimento de raízes de alporques de
jabuticabeira (Plinia cauliflora) em função da largura do anelamento e do diâmetro do ramo.
UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
Enraizamento (%)
Largura do anelamento (cm)
Diâmetro do ramo (cm) 1,5 3,0 Média
1,0-1,5
25 75 50,0 b*
2,0-2,5
87,5 87,5 87,5 a
Média
56,25
NS
81,25 CV(%) = 54,0
Número de raízes
1,0-1,5
5,6 6,1 5,9 b*
2,0-2,5
24 60,6 42,3 a
Média
14,8
NS
33,4 CV(%) = 134,3
Comprimento (cm) de raízes
1,0-1,5
1,1 2,8 1,95 b*
2,0-2,5
4,2 4,1 4,15 a
Média
2,65
NS
3,45 CV(%) = 65,5
NS
e
*
: Não significativo e significativo pelo teste F (P≤0,05), respectivamente.
Observou-se que ramos com maior diâmetro (2,0-2,5 cm) apresentaram
maior percentual de enraizamento, maior número e comprimento de raízes. Além
disso, observou-se que as raízes formadas eram resistentes e apresentavam
emissão de raízes laterais (Figura 8). Este fato pode estar relacionado à maior
quantidade de carboidratos presentes nos ramos de maior diâmetro, em relação aos
de menor diâmetro, pois os carboidratos são fontes de energia, os quais são
intensamente mobilizados para o local em que ocorre o enraizamento (WIESMAN;
LAVEE, 1995; HUSEN; PAL, 2007).
Observou-se também que as raízes adventícias foram formadas acima e
abaixo da região do anelamento. Não ocorreu a formação de raízes diretamente do
calo, fato também observado em alporques de videira muscadínia por Pacheco,
Castro e Appezzeto-da-Glória (1998) e corroborado por Sidlowski, Phillips e
Kuykendall (1971), os quais observaram que o tecido caloso meristematicamente
ativo é representado por diversas camadas de células com aspecto parenquimático,
44
que se originam nas áreas floemáticas da casca acima e abaixo do anelamento e se
distribuem por toda a extensão deste.
Figura 8 – Raízes formadas de alporque de jabuticabeira (Plinia cauliflora), estruturado em
ramo com diâmetro de 2,0-2,5 cm. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
Na literatura são poucos os trabalhos utilizando alporquia em jabuticabeira.
Recentemente, Danner et al. (2006) obtiveram sucesso com a utilização desta
técnica, a qual proporcionou até 100% de enraizamento de ramos de jabuticabeira,
sendo que quando a alporquia é realizada em dezembro, dispensa-se o uso de AIB.
A propagação pelo método de alporquia apresenta vantagens em relação à
estaquia, dentre as quais estão o alto percentual de enraizamento e a independência
de instalações, como casa-de-vegetação com sistema de nebulização (CASTRO;
SILVEIRA, 2003).
Os resultados satisfatórios obtidos neste experimento indicam que a
alporquia é uma técnica viável para a propagação vegetativa de jabuticabeira. No
entanto, ainda é necessário verificar o desenvolvimento das mudas transplantadas e
o intervalo de tempo entre seu plantio no campo e o início da produção de frutos.
Comparando-se as técnicas de estaquia e alporquia, nas condições em que
este trabalho foi realizado, pode-se inferir que, a alporquia é uma técnica mais
eficiente que a estaquia para formação de mudas de jabuticabeira. Este fato
provavelmente é devido aos ramos ficarem conectados à planta-matriz na alporquia,
sendo que os carboidratos, auxinas e demais fatores necessários para o
45
enraizamento são sintetizados nas folhas e acumulados na região próxima ao
anelamento, onde as raízes adventícias se formam. No caso das estacas herbáceas
de pequeno porte, o enraizamento foi baixo (no máximo de 10%) e, portanto, não se
recomenda seu uso para propagação da espécie. As estacas lenhosas de grande
porte apresentaram enraizamento satisfatório (até 50%) com a maior concentração
de AIB (6000 mg L
-1
) e procedimento de corte vertical. Entretanto, se comparado
com a alporquia, este último processo causa o mesmo dano a planta-matriz, é mais
oneroso e trabalhoso para realização. Além disso, é necessário a utilização de altas
concentração de AIB, o que onera a produção de mudas. Por sua vez, a alporquia
pode ser realizada sem a utilização de AIB, quando efetuada em dezembro,
coincidindo com período de intensa brotação e após a frutificação da planta-matriz
(DANNER et al., 2006).
Além disso, pode-se inferir que a alporquia apresenta maior eficiência de
formação de mudas (até 87,5%) em comparação com a enxertia (até 72,9%).
Entretanto, deve-se considerar que a técnica de enxertia é de mais fácil execução,
dispensa uso de AIB e permite a formação de maior número de mudas num espaço
físico menor. Por sua vez, a alporquia deve ser estruturada em plantas adultas em
campo, o que dificulta a propagação de mudas em larga escala. Portanto, sugere-se
que a alporquia seja utilizada por produtores rurais que tenham plantas de
jabuticabeira em sua propriedade e que pretendem obter pequeno número de
mudas. Por sua vez, a enxertia pode ser recomendada para utilização em viveiros
para formação de mudas em escala comercial, pelas vantagens já citadas e visto
que depende da habilidade técnica do enxertador para garantir sua eficiência.
4.5 EXPERIMENTO 5: DESINFESTAÇÃO E ESTABELECIMENTO IN VITRO DE
JABUTICABEIRA (Plinia trunciflora)
Não houve efeito da interação entre os fatores (tipo de segmento x tempo de
desinfestação) para todas as variáveis analisadas. O percentual de contaminação, o
número médio de brotos e de folhas de explantes de jabuticabeira foram
influenciados pelo tipo de segmento utilizado (Tabela 5). Explantes de raiz foram
46
totalmente inutilizados, devido contaminação por fungos e bactérias, não havendo
desenvolvimento de calos, tampouco de brotos e folhas. Isto pode ser devido ao
contato direto das raízes com o substrato, o qual é de mais difícil esterilização. Além
disso, o substrato foi umedecido diariamente, o que pode ter favorecido o
desenvolvimento de patógenos no substrato e nas raízes.
Por outro lado, os explantes caulinares apresentaram baixa contaminação,
sem ser observado efeito significativo dos períodos de desinfestação em hipoclorito
de sódio 1,25%. Observou-se também que não houve oxidação dos explantes, pela
liberação de compostos fenólicos, o que pode ser devido ao fato de serem mantidos
no escuro durante os sete primeiros dias de incubação in vitro. Nesse sentido,
Joshee et al. (2004) não observaram exudação fenólica em embriões de goiabeira
(Psidium guajava) incubados no escuro durante duas a três semanas.
Tabela 5 – Percentual de contaminação (fungos e/ou bactérias), número médio de brotos e de
folhas, após 45 dias de incubação in vitro
*
, de explantes de seedlings de jabuticabeira (Plinia
trunciflora), em função do tempo de desinfestação em hipoclorito de sódio 1,25% e do tipo de
segmento utilizado. UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
Tempo de desinfestação (min.)
cinco dez quinze
Segmento % de contaminação Média
Raiz
87,5 100,0 93,7 94,0 a
**
Caule
6,2 18,7 6,2 10,4 b
Média
46,9
NS
59,4 50 CV(%) = 23,4
Segmento Número de brotos por explante
Média
Raiz
0,0 0,0 0,0 0,0 b
Caule
1,6 1,2 1,6 1,5 a
Média
0,8
NS
0,6 0,8 CV(%) = 9,5
Segmento Número de folhas por explante
Média
Raiz
0,0 0,0 0,0 0,0 b
Caule
3,4 4,2 3,7 3,8 a
Média
1,7
NS
2,1 1,9 CV(%) = 11,9
*
Em meio MS com redução de 50% de sais, acrescido de 30 g L
-1
de sacarose e 0,4 mg L
-1
de
BAP.
**
Médias de quatro repetições (16 explantes). Médias seguidas por letras distintas diferem
entre si pelo teste F(P≤0,05).
NS
Não significativo pelo teste F(P≤0,05).
Observou-se também o desenvolvimento de brotos e de folhas nos
explantes caulinares, o que possibilitou sua repicagem para novo meio de cultura
para maior desenvolvimento, a qual foi realizada após 45 dias da incubação. Após a
repicagem não houve contaminação dos explantes, entretanto também não se
observou desenvolvimento de brotos e folhas, devido à oxidação dos tecidos,
47
ocorrida no local do corte efetuado para seu preparo. Este fato pode ser devido ao
pequeno tamanho dos explantes (menor que 0,7 cm), visto que o tecido oxidado
representou grande parte do explante. Para evitar este problema recomenda-se
utilizar explantes de maior tamanho para incubação inicial (1,5 a 2,0 cm), visto que
isso possibilita retirar parte de tecidos oxidados no momento da repicagem,
conjugando também com o uso de substâncias antioxidantes, como o carvão
ativado, que pode ser incluído no meio de cultura. No presente experimento os
explantes foram preparados com comprimento inicial de 1,0 cm. Em pitangueira
(Eugenia uniflora, Myrtaceae) e Carissa carandas (uma espécie frutífera da Índia),
Souza et al. (2007) e Ratna Rai (2005), respectivamente, observaram que explantes
de maior comprimento (1,5 cm) proporcionaram maior taxa de sobrevivência e
crescimento. No presente experimento, observou-se que dois explantes caulinares,
que não apresentaram oxidação, sobreviveram e continuaram seu desenvolvimento
após repicagem (Figura 9).
Figura 9 – Desenvolvimento in vitro de explantes de jabuticabeira (Plinia trunciflora) em meio
MS, com redução de 50% de sais, suplementado com 30 g L
-1
de sacarose e 0,4 g L
-1
de BAP.
UTFPR, Campus Pato Branco, 2009.
O hipoclorito de sódio é largamente utilizado na desinfestação de explantes
para propagação in vitro, inclusive em fruteiras da família Myrtaceae. Picolotto et al.
(2007) observaram que a utilização de hipoclorito de sódio a 5% foi mais eficiente na
desinfestação de sementes de jabuticabeira, em comparação à concentração de
48
2,5%. O tempo de exposição foi de 20 minutos. Deve-se salientar que, no presente
trabalho, o tempo máximo de exposição foi de 15 minutos e em concentração mais
baixa (1,25%), pois os tecidos vegetais caulinares são mais sensíveis que as
sementes. Semelhantemente ao presente trabalho, Souza et al. (2006) observaram
que explantes caulinares de goiabeira serrana e pitangueira podem ser
desinfestados usando a menor concentração de hipoclorito de sódio (1,5% a 2,5%) e
no menor tempo de exposição ao produto (10 minutos).
Os dados obtidos neste experimento mostraram que a desinfestação de
explantes caulinares de jabuticabeira é possível usando álcool 70% por 30
segundos, seguido de hipoclorito de sódio 1,25% no menor tempo de exposição (5
minutos), já que não houve diferença entre tempos de exposição ao produto na
desinfestação e brotação dos explantes. Salienta-se que os explantes utilizados
foram retirados de seedlings mantidos em condições de assepsia.
A multiplicação e o enraizamento dos explantes deve fazer parte de novos
trabalhos de estabelecimento in vitro da jabuticabeira. Para tanto, sugere-se utilizar
segmentos retirados de mudas propagadas por enxertia (por serem adultas) e
mantidas em casa-de-vegetação, testando-se a influência do estiolamento e da
utilização de tratamentos fungicidas e bactericidas nas plantas matrizes, visando
reduzir a contaminação e a oxidação in vitro dos explantes retirados destas. Nesse
sentido, Souza, Schuch e Silva (2006) observaram que, na propagação in vitro do
araçazeiro (Psidium cattleyanum, Myrtaceae) ‘Irapuã’, ramos herbáceos
apresentaram menores taxas de contaminações fúngica e bacteriana e maiores
porcentagens de sobrevivência dos explantes, em comparação aos ramos
semilenhosos, principalmente quando as plantas matrizes foram mantidas por 15
dias sem luz (estiolamento). Também pode ser testada a embriogênese somática, já
que apresentou resultados satisfatórios para o estabelecimento de goiabeira
serrana, quando se utilizou botões florais (CANGAHUALA-INOCENTE et al., 2007).
Sugere-se também que sejam testados a utilização de substâncias
antioxidantes, como o carvão ativado, e reguladores de crescimento no meio de
cultura in vitro, como citocininas para proporcionar maior número de brotações e
auxinas para promover o enraizamento.
49
5 CONCLUSÕES
Nas condições em que este trabalho foi desenvolvido, pode-se concluir que:
- A técnica de estaquia deve ser mais bem avaliada, visto que houve
enraizamento máximo de 10% em estacas herbáceas e de até 50% em estacas
lenhosas;
- A enxertia pode ser utilizada para propagação de jabuticabeira em larga
escala, pois proporciona até 73% de formação de mudas;
- Há compatibilidade aparente entre as espécies Plinia cauliflora, P.
trunciflora e P. jaboticaba enxertadas sobre P. cauliflora;
- A alporquia é uma técnica viável para propagação da jabuticabeira, pois
proporciona até 87,5% de enraizamento, e deve ser estruturada em ramos de
diâmetro superior a 2,0 cm;
- A utilização de álcool 70% por 30 segundos, seguido de hipoclorito de
sódio 1,25% por cinco minutos, é eficiente para desinfestação de explantes
caulinares de seedlings de jabuticabeira e, permite seu estabelecimento inicial in
vitro.
50
6 CONSIDERAÇÕES FINAIS
O potencial de comercialização da jabuticaba é grande em função de suas
características organolépticas. Entretanto, este potencial ainda é pouco explorado e
cultivos comerciais são raros. Sabe-se, porém, que para desenvolver o cultivo da
jabuticabeira, são necessários estudos em melhoramento genético e propagação
vegetativa.
Os resultados apresentados neste trabalho evidenciam que é possível a
propagação vegetativa da jabuticabeira, e que as técnicas da enxertia e alporquia
são viáveis para produção de mudas desta fruteira. Além disso, os trabalhos de
desinfestação e estabelecimento in vitro de explantes caulinares de jabuticabeira
servirão de base para novos trabalhos nesse processo.
Estes resultados fornecem subsídios para a instalação de pomares
comerciais uniformes, o que é importante para facilitar o manejo da espécie, e para
a entrada em produção num período menor que na propagação por sementes, fator
essencial para desenvolver economicamente a atividade de cultivo da jabuticabeira.
Nas etapas iniciais dos programas de melhoramento genético são utilizadas
plantas propagadas por sementes, para explorar a variabilidade genética. Trabalhos
de coleta de sementes, produção de plântulas e caracterização de plantas matrizes
de jabuticabeira são desenvolvidos na UTFPR, Campus Pato Branco, inclusive com
a formação de bancos ativos de germoplasma (BAGs) na UTFPR, Campi Pato
Branco e Dois Vizinhos, e na Embrapa Clima Temperado, Pelotas (RS). Dessa
forma, estes trabalhos se revestem de importância para fomentar futuros programas
de melhoramento genético da espécie. Quando o melhoramento genético estiver
desenvolvido e genótipos forem selecionados, a propagação vegetativa será
importante para possibilitar a formação de grande número de mudas dos mesmos,
possibilitando a formação de pomares comerciais.
O desenvolvimento do cultivo da jabuticabeira, que é uma fruta tipicamente
brasileira e de dispersão natural na região Sudoeste do Paraná, deverá gerar nova
fonte de renda aos pequenos agricultores regionais. Até o momento, seus frutos são
colhidos de forma extrativista e comercializados na beira de rodovias, por famílias
carentes. Desenvolver seu cultivo comercial é essencial para aumentar sua
51
importância econômica e, para isso, é necessário dar continuidade aos trabalhos
aqui apresentados, buscando aperfeiçoar as técnicas de propagação vegetativa.
Mais trabalhos devem ser realizados, principalmente visando à propagação
vegetativa da jabuticabeira por estaquia, estudando a influência de pré-tratamentos
da planta-matriz, como a utilização de adubação, poda drástica, anelamento e
estiolamento, visando favorecer o estado fisiológico e nutricional das estacas a
serem retiradas destas plantas.
Trabalhos relacionados à micropropagação da jabuticabeira também devem
ser desenvolvidos, com o intuito de fornecer um protocolo eficiente para
estabelecimento in vitro e formação de mudas por este processo, o que facilitaria a
multiplicação da espécie para utilização em pomares comerciais e a montagem de
bancos de germoplasma in vivo para o melhoramento genético.
52
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63
APÊNDICES
APÊNDICE A – Resumo da análise da variância do percentual de enraizamento de estacas de
grande porte de jabuticabeira (Plinia cauliflora) em função da concentração de AIB (mg L
-1
) e
do procedimento realizado na estaca (anelamento ou corte vertical). UTFPR, Campus Pato
Branco, 2008.
Causas da variação GL QM Prob. > F
Bloco
3 1,7 0,877
NS
Concentração AIB (1)
3 22,2 0,057
NS
Procedimento (2)
1 20,5 0,115
NS
1 x 2
3 10,2 0,284
NS
Resíduo
21 7,6
Total
31
Coeficiente de variação (%)
101,4
NS
Não significativo pelo teste F (P≤0,05).
APÊNDICE B – Resumo da análise da variância do percentual de enraizamento de estacas
apicais herbáceas de jabuticabeira (Plinia cauliflora) em função da concentração de AIB (mg L
-
1
) e da época de coleta. UTFPR, Campus Pato Branco, 2008.
Causas da variação GL QM Prob. > F
Bloco
3 0,37 0,151
NS
Concentração AIB (1)
4 1,33 0,062
NS
Época de implantação (2)
1 8,40 100,0
NS
1 x 2
4 0,35 100,0
NS
Resíduo
27 2,20
Total
39
Coeficiente de variação (%)
86,6
NS
Não significativo pelo teste F (P≤0,05).
64
APÊNDICE C – Resumo da análise da variância do percentual de brotação e número e tamanho
de brotos de enxertos de três espécies de jabuticabeira (Plinia cauliflora, Plinia trunciflora,
Plinia jaboticaba), enxertadas sobre Plinia cauliflora em duas épocas (maio e agosto). UTFPR,
Campus Pato Branco, 2008.
Brotação Número de brotos
Tamanho de
brotos
Causas da variação GL QM Prob. > F
QM Prob. > F QM Prob. > F
Bloco
3 0,8 0,2422
NS
0,05
100,0
NS
0,11
100,0
NS
Espécie (1)
2 5,1 0,0149* 0,18
0,040* 0,60
0,209
NS
Época (2)
1 15,5 0,0008* 0,35
0,014* 0,51
0,242
NS
1 x 2
2 17,0 0,0001* 0,20
0,033* 0,35
0,383
NS
Resíduo
15 1,0 0,05
0,35
Total
23
Coeficiente de variação (%)
13,7 14,9 22,0
NS
e *: Não significativo e significativo pelo teste F (P≤0,05).
APÊNDICE D – Resumo da análise de variância do percentual de enraizamento e número e
tamanho de raízes de alporques de jabuticabeira (Plinia cauliflora) em função da largura do
anelamento e diâmetro do ramo. UTFPR, Campus Pato Branco, 2008.
Enraizamento Número de raízes Tamanho de raízes
Causas da variação GL QM Prob. > F
QM Prob. > F QM Prob. > F
Bloco
7 20,8
0,033* 1413,4 0,1435
NS
14,39 0,093
NS
Largura anelamento (1)
1 43,4
0,097
NS
2756,5 2,6307
NS
4,81 1,195
NS
Diâmetro ramo (2)
1 97,7
0,016* 10621,5 10,1366
NS
38,54 9,584
NS
1 x 2
1 43,4
0,097
NS
2610,0 2,4909
NS
6,16 1,532
NS
Resíduo
21 14,7
1047,8 4,02
Total
31
Coeficiente de variação (%)
54,0 134,3 65,5
NS
e *: Não significativo e significativo pelo teste F (P≤0,05).
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