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ADRIANO PINTER DOS SANTOS
ASPECTOS ECOLÓGICOS DA FEBRE MACULOSA BRASILEIRA
EM UM FOCO ENDÊMICO NO ESTADO DE SÃO PAULO
São Paulo
2007
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1
ADRIANO PINTER DOS SANTOS
ASPECTOS ECOLÓGICOS DA FEBRE MACULOSA BRASILEIRA EM UM FOCO
ENDÊMICO NO ESTADO DE SÃO PAULO
Tese apresentada ao Programa de Pós-graduação em
Epidemiologia Experimental e Aplicada às
Zoonoses da Faculdade de Medicina Veterinária e
Zootecnia da Universidade de São Paulo para
obtenção de título de Doutor em Medicina
Veterinária
Departamento:
Medicina Veterinária Preventiva e Saúde Animal
Área de Concentração:
Epidemiologia Experimental e Aplicada às
Zoonoses
Orientador:
Prof. Dr. Marcelo Bahia Labruna
São Paulo
2007
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FOLHA DE AVALIAÇ ÃO
Nome: SANTOS, Adriano Pinter dos
Título: Aspectos ecológicos da febre maculosa brasileira em um foco endêmico no Estado de
São Paulo
Data: ___/ ___/ ___
Banca Examinadora
Prof. Dr. ______________________ Instituição: _____________________
Assinatura: ______________________ Julgamento: _____________________
Prof. Dr. ______________________ Instituição: _____________________
Assinatura: ______________________ Julgamento: _____________________
Prof. Dr. ______________________ Instituição: _____________________
Assinatura: ______________________ Julgamento: _____________________
Prof. Dr. ______________________ Instituição: _____________________
Assinatura: ______________________ Julgamento: _____________________
Prof. Dr. ______________________ Instituição: _____________________
Assinatura: ______________________ Julgamento: _____________________
Tese apresentada ao Programa de Pós-graduaçã o em
Epidemiologia Experimental e Aplicada às Zoonoses da
Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da
Universidade de Sã o Paulo para obtençã o do título de
Doutor em Medicina Veterinária
5
“...brother, can you see those birds?
they don't look to heaven.
they don't need religion,
they can see.
they go down to the water,
drink down of the water,
fly up off the water,
leave it be
This is not my time, sister
It is cold in heaven.
but no-one's coming after me...”.
(Stipe, J. M.)
“...Coisas que acontecem
Deixa que eu lhe diga
Nada me cansou
Não senti fadiga
Porque gente amiga
Só me traz calor
Se eu tô indo embora
Não vai ser agora
que se vai sofrer
Deixa que mais tarde
Na curva da estrada
A gente se vê
Se eu deixo saudade
Vou levar também
Ter que ir embora
Todo mundo tem.”
(
Sater
,
A.
;
Teixeira
,
R.
)
6
Agradecimentos:
Aos Meus Pais,
Edelcio dos Santos
e Cioni Pinter dos Santos
Pela compreensão e apoio, sem eles, jamais estaria aqui.
7
A toda minha família,
À minha irmã, Andressa e cunhado Sandro.
Aos primos, Cucão, Careca e Fá.
Aos meus avós,
João e Leonor
Norberto e Glória (
in memorian
)
À Simone,
pelo carinho, companheirismo e muita paciência.
8
Ao Prof. Marcelo Bahia Labruna, pela amizade, confiança e por tudo que me ensinou nestes
oito(!!!!) anos de convívio, um muito obrigado.
À Profa. Solange, por todo o carinho que tem com todos os alunos.
Ao Prof. Rodrigo, pela ajuda e amizade.
Ao Professor Leonardo J. Richtzenhain e ao Prof. Paulo Eduardo Brandão
À Sheila Oliveira por ter tido paciência comigo neste final de ano.
Ao Prof. Fernando Ferreira e ao Prof. Marcos Amaku e a todo o pessoal do LEB.
Ao Prof. Silvio Arruda Vasconcellos pelo apoio e incentivo nesta jornada.
Ao Prof. Luís Fábio Silveria, por toda a ajuda no desenvolvimento deste trabalho.
Ao Colega Arlei Marcili, por toda a ajuda com os mamíferos.
Ao Prof. Mario DeVivo e à colega Juliana Gualda de Barros pela ajuda com o depósito dos
animais.
À Colega Valéria Onofrio por toda a ajuda com os Prostriatas.
Aos amigos do Laboratório de Doenças Parasitárias, Hilda, Alessandra, Renata, Guacyara,
Alexandre Thomaz, Luciana Nunes e Mikaela.
À família carrapato: Mauricio, Ataliba, Ricardo, Pedrinho, Daniel, Silvão, Iara e Simone.
Em especial aos amigos Richard, Jonas, Marysia (Dzieki) e Eliane por terem me ajudado com
a PCR, seqüenciamento e com as cobaias.
Ao grupo carrapato de Jaboti, Matias, Márcio, Karina, Marquinhos, Gê, Vivi, grandes
companheiros de viagem.
À Dra. Darci Barros Battesti e a todas as meninas do Butantan, pelos ótimos momentos de
convívio.
Ao Renato Caravieri, grande companheiro de viagem para Taiaçu, quando tudo começou.
Ao Tiaguinho, Jonas e Marcelo Willian, me ajudaram muito nas idas a Taiaçupeba, cada
história....
Às colegas da BIO, Érika e Talitha, muito obrigado pela ajuda com as redes de neblina, sem
elas as redes não durariam um mês na minha mão...
Ao Thiago, Alex, Baiano e Hiltinho por todo este período de convívio em Taiaçu, pessoas
fundamentais neste trabalho.
Aos funcionários e amigos Alexandre Sanches, Sandra Abelardo Sanches, Antônio, Carol,
Bispo e Jucélia pelo apoio, amizade e força.
Aos funcionários da Secretaria do VPS, Virgínia, Cristina e Danival
Aos funcionários da Biblioteca da Faculdade de Medicina Veterinária da USP pela gentileza,
atenção e esclarecimentos bibliográficos.
À BIOVET, sob a figura das colegas Sandra e Alexandra, que forneceram cobaias para os
experimentos
9
A Roseli, Stela, Ana, Ricardo, Kleber, Pri, Tais, Elaine, Julinha, Celso, Eudina e todos os
colegas da SUCEN, está sendo um ótimo convívio.
Aos moradores de Taiaçupeba e ao pessoal da SAT, que muito colaboraram e ainda esperam
um auxílio.
À Vereadora Odete Rodrigues Alves Souza por sua fundamental ajuda na instalação da base
de pesquisa em Taiaçupeba.
À 61ª. Turma da Vet-USP, em especial aos amigos Quexão, White, Zé, Cox, Aninha, Pat,
Guinsu, Kurt, Kusso, Tand, Nato, Pira... Apesar da Distância...
À Família Miyashiro e à Família Tada, por todo o carinho.
Ao TIMÃO, de tantas alegrias.
Ao IBAMA, por me confiar a licença para o trabalho com os animais.
A todos que de alguma maneira contribuíram para a minha formação.
Agradeço, de uma maneira geral, a todos os que tenham contribuído para o desenvolvimento
e conclusão deste trabalho, que por descuido ou esquecimento não foram aqui mencionados.
À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (Fapesp) pelo apoio financeiro
para a execução deste trabalho (processo nº 03/08798-0).
10
RESUMO
SANTOS, A. P. Aspectos ecológicos da febre maculosa brasileira em um foco endêmico no
Estado de São Paulo. [Ecological aspects of Brazilian Spotted Fever in an endemic area in the
State of São Paulo]. 2007. 86 f. Tese (Doutorado em Medicina Veterinária) – Faculdade de
Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2007.
Foi conduzido um estudo sobre a ecologia da Febre Maculosa Brasileira, causada pela bactéria
Rickettsia rickettsii, em uma área endêmica, no distrito de Taiaçupeba, Município de Mogi das
Cruzes, SP. Para o melhor entendimento de quais animais silvestres são os hospedeiros das
formas imaturas do carrapato vetor, Amblyomma aureolatum, foram capturados entre janeiro e
dezembro de 2005, 243 animais silvestres em dois fragmentos de mata. Foram utilizadas
estações de pitfall para captura de roedores e pequenos didelfídeos e armadilhas tomahawk para
captura de Didelphis aurita, além da colocação de redes de neblina (14m x 3m cada) para
captura de aves. Os animais foram sacrificados e tiveram sangue, baço e fígado extraídos. O
baço de cada animal foi submetido a testes moleculares e bioensaios para pesquisa de bactérias
do gênero Rickettsia. Os carrapatos capturados dos animais foram submetidos à identificação
taxonômica morfológica ou molecular e à pesquisa de bactérias do gênero Rickettsia. Foram
colhidos carrapatos dos gêneros Amblyomma, Haemaphysalis e Ixodes. Imaturos do carrapato
Amblyomma aureolatum foram colhidos parasitando três indivíduos da espécie de Passeriforme
Pyriglena leucoptera. Não foram encontrados exemplares desta espécie de carrapato
parasitando roedores ou didelfídeos. Nenhum animal foi identificado sendo infectado por
riquétsias, enquanto que três espécies de riquétsias, sendo duas do grupo da febre maculosa,
foram identificadas infectando carrapatos das espécies Amblyomma longirostre, Ixodes aragaoi
e Ixodes loricatus. Nenhum carrapato foi encontrado naturalmente infectado com a bactéria R.
11
rickettsii. O estudo mostrou detalhes do ciclo de vida do carrapato A. aureolatum que podem
auxiliar o entendimento do ciclo enzoótico da febre maculosa brasileira.
Palavras-chave: Amblyomma aureolatum. Pyriglena leucoptera. Febre Maculosa. Mogi
das Cruzes (SP).
12
ABSTRACT
SANTOS, A. P. Ecological aspects of Brazilian Spotted Fever in an endemic area in the
State of São Paulo. [Aspectos ecológicos da febre maculosa brasileira em um foco endêmico
no Estado de São Paulo]. 2007. 86 f. Tese (Doutorado em Medicina Veterinária) – Faculdade
de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2007.
Brazilian Spotted Fever (BSF) is a tick-borne-disease caused by the bacterium Rickettsia
rickettsii. An ecological study was conducted in a BSF-endemic area in Taiaçupeba County,
Mogi das Cruzes Municipality, State of São Paulo. With the purpose to determine natural hosts
of the immature stages of the tick vector Amblyomma aureolatum, a total of 243 wild animals
were captured in two fragments of Atlantic Forests between January and December of 2005.
Pitfall trap stations were used for capture of rodents and small didelphids while tomahawk traps
were used for Didelphis aurita capture. Mist nets (14m x 3m each) were used for bird capture.
Captured animals were scarified and blood, spleen and liver were extracted. Spleen samples
were submitted to molecular and bioassay tests for rickettsia research. Captured ticks were
submitted to morphological or molecular taxonomic identification and to rickettsia research.
Ticks from the genera Amblyomma, Haemaphysalis and Ixodes were collected. Immature tick
stages of A. aureolatum were collected on three individuals of the bird species Pyriglena
leucoptera, but no other A. aureolatum tick was found infesting neither rodents or didelphids.
No animal was found infected by rickettsiae whereas three rickettsiae, two of them belonging
to Spotted Fever Group, were found infecting the ticks Amblyomma longirostre, Ixodes aragaoi
and Ixodes loricatus. No tick was found infected by R. rickettsii, the agent of BSF. The present
study revealed details about the A. aureolatum life cycle in natural conditions, contributing for
a better understanding about the enzootic cycle of BSF.
Key words: Amblyomma aureolatum. Pyriglena leucoptera. Spotted Fever. Mogi das Cruzes
(SP).
13
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 - Porcentagem de similaridade e divergência do fragmento do gene
16S mitocondrial para algumas espécies de carrapatos do gênero
Amblyomma.- São Paulo – 2007......................................................
36
TABELA 2 - Lista de oligonucleotídeos inciadores utilizados para amplificar
genes de riquétsias.- São Paulo – 2007............................................
37
TABELA 3 - Classificação das aves segundo o estrato vertical da floresta em
que preferencialmente habitam - São Paulo – 2007........................
40
TABELA 4 - Dados dos didelfídeos capturados de janeiro a dezembro de 2005
e presença de carrapatos (L=larva(s); N=ninfa(s); M=macho(s) e
F=fêmea(s))- São Paulo – 2007........................................................
45
TABELA 5 - Dados das aves capturados de janeiro a dezembro de 2005 e
presença de carrapatos (L=larva(s); N=ninfa(s); M=macho(s) e
F=fêmea(s)) - São Paulo - 2007......................................................
46
TABELA 6 - Dados dos roedores capturados de janeiro a dezembro de 2005 e
presença de carrapatos (L=larva(s); N=ninfa(s); M=macho(s) e
F=fêmea(s)) - São Paulo - 2007......................................................
48
TABELA 7 - Valores de abundância e intensidade médias para a infestação por
sete espécies de carrapatos nos diferentes grupos de hospedeiros
capturados durante o estudo - São Paulo - 2007.............................
52
TABELA 8 - Resultado da PCR e seqüenciamento realizados individualmente
para os carrapatos objetivando diversos genes presentes em
Rickettsia spp. Em azul estão marcados os genes submetidos ao
seqüenciamento e em vermelho os resultados confirmados com a
repetição da reação. (L= larva, N = ninfa, M = macho e F =
fêmea, P = positivo e N = negativo) - São Paulo - 2007................ 59
14
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 - Modelo apresentado por Pinter (2003), representando o provável
ciclo natural do carrapato A. aureolatum e a transmissão da bactéria
R. rickettsii entre a população de vetores e hospedeiros vertebrados
no local de estudo- São Paulo – 2007.................................................
26
FIGURA 2 - Foto aérea (1:10.000) da região de estudo de Pinter e Labruna
(2006), indicando os locais onde foram encontrados cães
parasitados por adultos de A. aureolatum infectados por R. rickettsii
e os fragmentos de mata amostrados neste estudo, áreas norte
(superior) e sul (inferior).- São Paulo – 2007............................
30
FIGURA 3 - Esquema real da disposição das redes de neblina, estações de pitfall
e armadilhas tomahawk - São Paulo – 2007.......................................
33
FIGURA 4 - Hipostômio em lorma de lança (detalhe) - São Paulo – 2007............
34
FIGURA 5 - Hipostômio em formato espatulado – São Paulo – 2007.................... 34
FIGURA 6 - Desenho esquemático da Mata Pluvial Atlântica com a delimitação
ilustrativa dos estratos verticais utilizados para agrupar as espécies
de aves capturadas neste estudo - São Paulo – 2007..........................
41
FIGURA 7 - Ave capturada da espé cie Pyriglena leucoptera - São Paulo – 2007.......
43
FIGURA 8 -
Ave da espé cie Chiroxiphia caudata sendo retirada da rede - São Paulo
– 2007.................................................................................................
43
FIGURA 9 - Rede de neblina armada em trilha na mata - São Paulo – 2007.........
43
FIGURA 10 - Estaçã o de Pitfall armada na mata - São Paulo – 2007..........................
44
FIGURA 11 -
Roedor capturado em armadilha Pitfall - São Paulo – 2007.................... 44
FIGURA 12 - Didelpfídeo capturado da espé cie Monodelphis americana - São Paulo –
2007.....................................................................................................
44
FIGURA 13 - Aves capturas de acordo com os estratos verticais da mata
contemplados durante os 12 meses de estudo. Os números de 1 a 6
são referentes aos seguintes estratos: 1 – Terrestre/sub-bosque; 2 –
Sub-bosque; 3 – Sub-bosque/bosque; 4 – Bosque/dossel; 5 –
Dossel; 6 – Terrestre/dossel- São Paulo – 2007.................................
50
FIGURA 14 - Parasitismo de larvas de A. longirostre em aves durante o ano de
2005- São Paulo – 2007..................................................................... 54
15
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 15 - Parasitismo de larvas de A. longirostre em aves de acordo com o
estrato vertical da floresta - São Paulo – 2007....................................
55
FIGURA 16 - Distribuição dos carrapatos de acordo com o estrato vertical da ave
parasitada - São Paulo – 2007.............................................................
55
FIGURA 17 - Área de estudo em Taiaçupeba com referencia aos prováveis
corredores funcionais (linha branca pontilhada) utilizados por
alguns Passeriformes - São Paulo – 2007...........................................
69
FIGURA 18 - Esquema da classificação taxonômica de alguns gênero de roedores
da América do Sul (fonte: NCBI – Taxonomy Browser) - São Paulo
– 2007..................................................................................................
71
16
LISTA DE ABREVIATURAS
cm centímetro
dm decímetro
DNA ácido desoxirribonuclé ico
RNA ácido ribonucleico
rRNA ácido ribonucleico ribossô mico
dNTP deoxirribonucleotídeo-N-trifosfato
ddNTP di-deoxirribonucleotídeo-N-trifosfato
EDTA ácido etileno diamino tetracé tico
g gravidade terrestre
ha hectare
m metro
M molar
µg micrograma
µL microlitro
µm micrô metro
min minuto
mL mililitro
mM milimolar
NaCl cloreto de sódio
nt nucleotídeos
PCR reaçã o em cadeia pela polimerase
pb pares de bases
pH potencial hidrogeniô nico
q.s.p quantidade suficiente para
Seq seqüenciamento
Sin. Sinonímia
TE tampã o Tris-EDTA
17
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO......................................................................................................................18
2 OBJETIVOS...........................................................................................................................27
3 MATERIAL E MÉTODOS...................................................................................................28
3.1 ÁREA DE ESTUDO.............................................................................................................28
3.2 CAPTURA DOS ANIMAIS SILVESTRES.........................................................................28
3.2.1 Amostragem dos animais...................................................................................................28
3.2.2 Captura dos animais...........................................................................................................29
3.3 PROCESSAMENTO DOS ANIMAIS.................................................................................31
3.4 IDENTIFICAÇÃO DOS CARRAPATOS............................................................................34
3.5 PESQUISA DE INFECÇÃO POR RIQUÉTSIAS NOS CARRAPATOS...........................36
3.6 ISOLAMENTO E DETECÇÃO DE RIQUÉTISAS EM TECIDOS DOS ANIMAIS
SILVESTRES.......................................................................................................................38
3.7 PESQUISA DE CARRAPATOS EM CÃES........................................................................39
3.8 ANÁLISE DOS RESULTADOS..........................................................................................39
4 RESULTADOS.......................................................................................................................42
4.1 CAPTURA DE ANIMAIS SILVESTRE..............................................................................42
4.2 PARASITISMO POR CARRAPATOS................................................................................51
4.3 PESQUISA DE INFECÇÃO POR RIQUÉTSIAS NOS CARRAPATOS...........................57
4.4 ISOLAMENTO E DETECÇÃO DE RIQUÉTSIAS EM TECIDOS DE ANIMAIS
SILVESTRES.......................................................................................................................60
4.5 PESQUISA DE CARRAPATOS EM CÃES........................................................................61
5 DISCUSSÃO...........................................................................................................................62
6 CONCLUSÕES......................................................................................................................76
REFERÊNCIAS........................................................................................................................77
18
1 INTRODUÇÃO
_________________________________________________________________________
Dentro do filo Artrópoda, os carrapatos são considerados vetores de um número
de agentes infecciosos maior do que qualquer outro grupo, inclusive o dos mosquitos
(HOOGSTRAAL, 1985). Das aproximadamente 825 espécies de carrapatos descritos no
mundo, apenas cerca de 10% assumem uma maior importância direta em saúde pública, devido
às possibilidades desses carrapatos parasitarem humanos (OLIVER, 1989). Obviamente, várias
outras espécies que nunca foram descritas parasitando humanos, assumem importante papel
indireto na saúde pública, pois contribuem para a manutenção enzoótica de agentes infecciosos
na natureza (HOOGSTRAAL, 1967; MCDADE; NEWHOUSE, 1986).
No entanto, quando se refere à fauna ixodológica do Brasil, composta por
54 espécies de carrapatos (ARAGÃO; FONSECA, 1961a; GUIMARÃES; TUCCI; BARROS-
BATTESTI, 2001), a literatura é ainda muito escassa. Apenas a febre maculosa é reconhecida
atualmente, como uma zoonose transmitida por carrapatos no Brasil.
A febre maculosa, zoonose causada pela espécie R. rickettsii, foi primeiramente
descrita nos Estados Unidos, onde a doença recebeu o nome de Febre Maculosa das Montanhas
Rochosas. Neste país, o pesquisador Dr. Howard Taylor Ricketts efetuou o primeiro isolamento
de R. rickettsii no início do século XX, quando também estabeleceu o papel do carrapato
Dermacentor andersoni na transmissão da doença (RICKETTS, 1909). Atualmente, D.
andersoni é o vetor da R. rickettsii na costa oeste, enquanto que Dermacentor variabilis é o
vetor na costa leste dos Estados Unidos. Ambas espécies foram profundamente estudadas
quanto a sua biologia, ecologia e competência vetorial (MCDADE; NEWHOUSE, 1986;
SONENSHINE; 1993)
Além do Brasil e Estados Unidos, R. rickettsii ocorre endemicamente no México
(febre manchada), Colômbia (febre de Tobia), Costa Rica e Panamá (DIAS; MARTINS, 1939;
PATINO; AFANADOR; PAUL, 1937; BUSTAMANTE; VARELA, 1947; RODANICHE,
1953; PHILIP et al.,. 1978). Nos Estados Unidos, R. rickettsii é transmitida a humanos por
carrapatos do gênero Dermacentor. Nos demais países, incluindo o Brasil, a bactéria é
transmitida primariamente por carrapatos do gênero Amblyomma (MCDADE; NEWHOUSE,
1986).
19
R. rickettsii integra, juntamente com várias outras espécies de Rickettsia, o
chamado grupo da febre maculosa (GFM). Atualmente, o GFM está composto por pouco mais
de 20 espécies válidas, distribuídas em todos os continentes do mundo, exceto na Antártida
(YU; WALKER, 2003). A grande maioria das espécies do GFM está associada com carrapatos.
As exceções são Rickettsia felis (associada a pulgas) e Rickettsia akari (associada a ácaros).
Embora algumas espécies de Rickettsia do GFM sejam de comprovada patogenicidade para
humanos, outras não o são, ao passo que algumas ainda permanecem de patogenicidade
desconhecida (YU; WALKER, 2003).
No entanto, aquelas espécies consideradas não patogênicas podem apresentar um
papel fundamental na história natural de espécies patogênicas, pois uma vez que um carrapato
esteja infectado por uma espécie não patogênica (ex. Rickettsia montanensis, Rickettsia
peacockii), ele se torna incapaz de se infectar e transmitir uma espécie patogência (ex.
Rickettsia rickettsii) (BURGDORFER, 1988; MACALUSO et al., 2002). Este fato torna-se de
grande importância prática, pois muitas populações de carrapatos estão infectadas com
riquétsias não patogênicas em taxas de infecção muitas vezes maiores do que as taxas de
infecção por riquétsias patogênicas (PHILIP; CASPER, 1981; LABRUNA et al., 2004a;
PINTER E LABRUNA, 2006).
No Brasil, os primeiros casos de febre maculosa foram descritos no final da
década de 20 em São Paulo (PIZA, 1932) e início da década de 30 em Minas Gerais (DIAS;
MARTINS, 1939).
As pesquisas para determinar qual artrópode seria o vetor da FMB começaram
no início da década de 30, quando Lemos-Monteiro, Fonseca e Prado (1932a), demonstraram
pela primeira vez que o carrapato Amblyomma cajennense podia se infectar experimentalmente
com o agente causador da doença, quando alimentado em uma cobaia doente,
experimentalmente infectada. Os autores também testaram a competência vetorial de carrapatos
do gênero Argas e Ornithodoros, obtendo resultados positivos apenas para o segundo gênero,
utilizando a espécie Ornithodoros rostratus, que se infectou e transmitiu a infecção para
cobaias.
Apesar destes resultados, baseados em observações epidemiológicas sobre a
ocorrência da febre maculosa, os autores insistiam que seria mais provável que outro grupo de
vetores fosse o responsável pela transmissão da doença em condições naturais.
Em trabalho subseqüente, Lemos-Monteiro, Fonseca e Prado (1932b) testaram a
competência vetorial de diversos ectoparasitos que eram encontrados nas habitações ou
arredores de áreas onde houve casos de FMB, em busca da determinação do provável vetor.
20
Foram testadas pulgas (Pulex irritans, Xenopsilla cheopis, Xenopsilla brasiliensis,
Ctenocephalides felis, Ceratophyllus fasciatus, Ctenopsyllus musculi e Craneopsylla minerva),
piolhos (Pediculus capitis e Linoghnathus pilliferus), percevejos (Cimex lectularius), ácaros
(Echinolaelaps echidninus, Laelaps nutalli, Liponyssus bacoti e Liponyssus burse) e os
carrapatos Amblyomma aureolatum, Rhipicephalus sanguineus e Boophilus microplus. Todas
as experiências foram negativas. Os autores concluíram que o agente da febre maculosa
brasileira deveria ocorrer numa proporção muito baixa na população de vetores.
No mesmo ano, Lemos-Monteiro e Fonseca (1932) demonstraram a transmissão
intra-estadial do agente da FMB pelo carrapato A. cajennense, além de verificar a transmissão
vertical do agente por fêmeas adultas do carrapato.
Paralelamente, Meyer, Saborido e Prado (1932), reproduziram a doença em
cobaias a partir da inoculação intraperitoneal de emulsionado de piolhos Pediculus capitis,
retirados de um cadáver humano acometido pelo FMB.
Um ano depois, Gomes (1933), defronte a estes achados, tentou reproduzir o
experimento inoculando em cobaias, piolhos colhidos em pacientes com a doença, sendo que
todas as tentativas foram consideradas negativas. Neste mesmo trabalho, o autor descreve o
isolamento, em cobaia, do agente etiológico da doença a partir de um exemplar de Amblyomma
aureolatum (Sin. Amblyomma ovale striatum) adulto colhido em um cão, que residia com uma
família, cujos membros apresentavam casos de FMB.
Este representa o primeiro isolamento da bactéria causadora da FMB realizado a
partir de carrapatos no Brasil. O autor coloca os carrapatos do gênero Amblyomma como os
principais vetores da doença, sendo as principais espécies: Amblyomma cajennense e
Amblyomma aureolatum, reservando aos piolhos um papel de transmissor eventual.
Ainda no ano de 1933, Lemos-Monteiro, em experimentos realizados em
parceria com o “Rocky Mountain Laboratory” nos Estados Unidos, verificaram em uma série
de experimentos em cobaias, a imunidade cruzada entre amostras do agente da FMB com
amostras do agente da Febre Maculosa das Montanhas Rochosas. Esta foi a primeira evidência
de que a espécie R. rickettsii era a causadora da doença no Brasil.
Embora a possibilidade da participação de animais silvestres no ciclo da febre
maculosa já ter sido sugerida por Ricketts (1909), foi de Moreira e Magalhães (1935) o feito de
isolar pela primeira vez, uma amostra do agente causador da febre maculosa a partir de um
animal silvestre. Através de um experimento, os autores conseguiram reproduzir a doença em
cobaias, após inoculação de sangue colhido de um gambá Didelphis sp (provavelmente
21
Didelphis aurita). Além disso, estes autores também encontraram carrapatos A. cajennense
naturalmente infectados pelo agente, parasitando um cão doméstico.
Moreira e Magalhães (1937), utilizando a técnica de diagnóstico indireto de
Weil-Felix, listaram como prováveis reservatórios do agente da FMB, o gambá D. aurita, o cão
Canis familiaris, o cachorro do mato Dusicyon sp (Sin. Canis brasiliensis), o coelho do mato
Sylvilagus brasiliensis (Sin. Sylvilagus minensis), o preá Cavia aperea e a cutia Dasyprocta
azarae. Foram os primeiros autores a afirmar que a FMB era uma moléstia autóctone Sul-
Americana, não tendo sido importada.
Já na década de 1940, Travassos e Vallejo (1942a) estudaram, em laboratório, a
hipótese de que outro animal, além do gambá, poderia albergar o agente da doença. Os autores
verificaram que o cavídeo C. aperea (Preá) era suscetível ao agente do Tifo Exantemático do
Brasil, quando inoculado em laboratório e desenvolvia a doença, à semelhança da cobaia. Já as
capivaras (Hydrochaerus hydrochaerus) não apresentavam qualquer sintoma clínico através de
inoculação experimental, embora fosse possível isolar o agente de seu sangue e órgãos, a partir
do quinto dia, até 11
o
dia pós-inoculação, quando o experimento fora encerrado. Embora os
autores não obtiveram sucesso em nenhuma das tentativas de isolar o agente de preás e
capivaras capturados em áreas de ocorrência da doença, eles constataram que alguns preás
trazidos da natureza eram refratários à inoculação em laboratório pelo agente da febre maculosa
brasileira. Através da experiência dos autores com o comportamento da doença em cobaias,
permitiu-lhes concluir que estes animais já haviam tido contato com a doença na natureza e
sobreviveram.
Em uma segunda publicação, Travassos e Vallejo (1942b) mostraram a infecção
de carrapatos adultos A. cajennense, após se alimentarem em capivaras experimentalmente
infectadas pelo agente da febre maculosa brasileira, embora os pesquisadores não puderam
constatar seguramente que os carrapatos utilizados no ensaio estavam previamente livres de
infecção, já que estes foram colhidos parasitando cavalos em condições naturais.
Vallejo-Freire (1947) recebeu de pesquisadores mexicanos, amostras do
isolado do agente etiológico da Febre Maculosa Mexicana. Demonstraram que este material,
quando inoculado em cobaias, levava os animais a apresentarem a mesma sintomatologia dos
animais inoculados com o agente de Febre Maculosa Brasileira. Seguindo o experimento, o
autor mostrou que o carrapato A. aureolatum (Sin. A. striatum) se infectava ao se alimentar em
cobaias inoculadas com o agente da doença do México, e que o agente era transmitido
trasovarialmente para os ovos, que, quando emulsionados e inoculados em cobaia, reproduziam
a doença clínica.
22
Philip et al. (1978) publicaram, pela primeira vez, a confirmação de que o agente
causador da febre maculosa brasileira era de fato a R. rickettsii, através da técnica de
sorotipagem por microimunofluorescência. Graças a uma amostra do agente causador da Febre
Maculosa Brasileira, enviado pelo Dr. Lemos Monteiro ao Dr. Parker no “Rocky Mountain
Laboratory” ainda na década de 30, este isolado brasileiro pôde ser utilizado no trabalho de
Philip et al. (1978).
Recentemente, no Brasil, diversas espécies de riquétsias foram isoladas em
cultivo celular a partir de carrapatos. O agente da FMB, R. rickettsii, teve um isolamento feito a
partir de um carrapato A. aureolatum. Esta cepa recebeu o nome de Taiaçu, em homenagem ao
local de origem do carrapato, o distrito de Taiaçupeba no Município de Mogi das Cruzes, SP
(PINTER; LABRUNA, 2006).
Amostras de Rickettsia bellii foram isoladas de Amblyomma dubitatum no
Estado de São Paulo (LABRUNA et al., 2004a), de Amblyomma scalpturatum no Estado de
Rondônia (LABRUNA et al., 2004c), de A. aureolatum no Estado de São Paulo (PINTER;
LABRUNA, 2006), de Haemaphysalis juxtakochi (LABRUNA et al., 2007) e de Ixodes
loricatus no Estado de São Paulo (HORTA et al., 2006).
A espécie Rickettsia amblyommii foi isolada a partir de carrapatos A. cajennense
do Estado de Rondônia (LABRUNA et al., 2004c). A espécie Rickettsia parkeri foi isolada a
partir de carrapatos Amblyomma triste do Estado de São Paulo (SILVEIRA, 2006). A espécie
R. rhipicephali foi isolada a partir de carrapatos Haemaphysalis juxtakochi no Estado de São
Paulo (LABRUNA et al., 2007).
Há evidências moleculares para a ocorrência destas espécies de riquétsias e
outras ainda indefinidas, em outras espécies de carrapatos e outras localidades do Brasil.
A bactéria R. rickettsii foi detectada infectando o carrapato A. cajennense no
Estado de Minas Gerais (GUEDES et al., 2005).
Em carrapatos Amblyomma longirostre colhidos em Rondônia, foi detectado
uma riquétsia geneticamente próxima de R. amblyommii (LABRUNA et al., 2004b). Em A.
dubitatum colhidos em São Paulo, foi detectado uma espécie próxima de R. parkeri, nomeada
de Cepa COOPERI (LABRUNA et al., 2004a) e em carrapatos H. juxtakocki colhidos em
Rondônia, foi detectada uma riquétisa próxima de R. rhipicephali (LABRUNA et al., 2005a).
Além destas, Meles, Colombo e Silva (1992) e Melles, Colombo e Lemos
(1999) isolaram pelo menos duas amostras de riquétsias do GFM, porém não caracterizadas, de
carrapatos A. dubitatum, provenientes de áreas endêmicas para febre maculosa no Estado de
São Paulo.
23
De modo geral, as espécies de riquétsias associadas a carrapatos são transmitidas
entre gerações por transmissão transovariana e perpetuam transestadialmente, fazendo dos
carrapatos, importantes reservatórios da riquétsia na natureza. Para muitas espécies de riquétsia
(ex. Rickettsia africae, R. rhipicephali), este mecanismo de sobrevivência na população de
carrapato é tão eficiente, que possivelmente garanta, por si só, a manutenção da riquétsia na
natureza. Para outras espécies de riquétsias, tal como R. rickettsii, este mecanismo é menos
eficiente, pois a infecção por esta espécie de riquétsia no carrapato pode diminuir a capacidade
reprodutiva de fêmeas adultas, podendo ser inclusive letal para o ixodídeo (BURGDORFER
1988; NIEBYLSKI, PEACOCK; SCHWAN, 1999). Portanto, mesmo que os mecanismos de
transmissão transovariana e perpetuação transestadial sejam extremamente importantes para a
sobrevivência de R. rickettsii na natureza, por si só não devem ser suficientes para a
manutenção da bactéria.
Neste caso, os animais vertebrados, hospedeiros naturais dos carrapatos vetores
da R. rickettsii, devem assumir um papel fundamental na amplificação da infecção por R.
rickettsii na população de carrapatos (COOKSEY; HAILE; MOUNT, 1990, RANDOLPH,
1998). Diante desta premissa, pesquisadores das Américas do Norte e do Sul vêm buscando,
desde o início do século XX, encontrar animais silvestres naturalmente infectados por R.
rickettsii, a fim de compreender melhor a ecologia da febre maculosa.
Diversos isolados de R. rickettsii foram obtidos nos Estados Unidos, dos
roedores Microtus pensylvanicus, Pitymus pinetorum, Peromyscus leucopus, Sigmodon
hispidus, do coelho silvestre Sylvilagus floridanus e do gambá Didelphis virginianus
(BOZEMAN et al., 1967, BURGDORFER, 1988). Posteriores estudos nos Estados Unidos,
demonstraram que quando estas espécies de roedores foram experimentalmente infectados por
R. rickettsii em laboratório, a espécie M. pensylvanicus foi a mais eficiente como fonte de
infecção para o carrapato Dermacentor variabilis, um dos principais vetores da doença naquele
país. Como esta espécie de roedor é também um hospedeiro natural das fases imaturas de D.
variabilis, ela foi incriminada como um dos principais elos no ciclo da doença naquelas áreas
endêmicas. (BURGDORFER, 1988).
No Brasil, onde os carrapatos A. cajennense e A. aureolatum são os principais
vetores da febre maculosa, os animais vertebrados amplificadores da R. rickettsii na natureza
ainda permanecem desconhecidos. Embora a bactéria já tenha sido isolada de gambás no
Brasil, faltam estudos demonstrando se esta espécie animal se comporta como uma importante
fonte de infecção e se é um eficiente hospedeiro do carrapato vetor nas áreas endêmicas.
24
O Distrito de Taiaçupeba, no Município de Mogi das Cruzes, tem sido
considerado uma área endêmica para febre maculosa no Estado de São Paulo, dada a ocorrência
temporal de casos humanos da doença (MELLES; COLOMBO; SILVA, 1992; MELLES;
COLOMBO; LEMOS, 1999; FONTES et al., 2000).
Além de Mogi das Cruzes, a febre maculosa se apresenta endêmica em vários
outros municípios do Estado de São Paulo, Minas Gerais, Rio de Janeiro e Espírito Santo
(LEMOS et al., 1994; SEXTON et al., 1994; LEMOS et al., 2001, GALVÃO et al., 2002;
ROZENTAL et al., 2002).
Na grande maioria destas áreas endêmicas, o carrapato A. cajennense é
incriminado como o principal vetor da doença, estando geralmente presente em populações
super numerosas, fruto de desequilíbrio causado pela abundância de alguns de seus hospedeiros
primários, tais como eqüinos e capivaras. No entanto, o foco endêmico de Mogi das Cruzes se
diferencia, por não apresentar o carrapato A. cajennense como vetor (PINTER, 2003).
Neste caso o carrapato A. aureolatum é incriminado, parasitando freqüentemente
os cães, e apresentando-se como o único carrapato a parasitar os humanos residentes na área
(PINTER, 2003).
Os primeiros estudos buscando levantar alguns aspectos ecológicos do foco de
febre maculosa em Taiaçupeba foram realizados recentemente por Pinter et al. (2004) e Pinter e
Labruna (2006). Nestes estudos, foi evidenciado que apenas o estádio adulto de A. aureolatum
parasita os cães domésticos e eventualmente os humanos, sendo que os cães foram parasitados
durante os 12 meses do ano, sem pico definido de infestação.
Através de infestações artificiais em laboratório, com carrapatos provenientes de
Taiaçupeba, foi comprovado que o cão, a ratazana (Rattus norvegicus), um camundongo
silvestre (Calomys callosus) e o coelho de laboratório (Oryctolagus cuniculus) não são
hospedeiros eficientes para os estágios de larva e ninfa de A. aureolatum. Por outro lado,
cobaios (Cavia aperea porcellus) e frangos (Gallus gallus) foram altamente eficientes. Estes
resultados sugerem que as fases imaturas de A. aureolatum utilizam-se principalmente de
alguns roedores não murinos e aves silvestres, como hospedeiros primários na natureza.
Na literatura brasileira Arzua et al. (2003) relatam que Turdus rufiventris é um
importante hospedeiro para larvas de A. aureolatum na região de Curitiba, PR, além de citarem
mais 15 espécies de aves como hospedeiros menos importantes: Conopophaga lineata,
Cranioleuca obsoleta, Cranioleuca pallida, Furnarius rufus, Poospiza lateralis, Saltator
similis, Synallaxis cinerascens, Synallaxis ruficapilla, Tachyphonus coronatus, Thamnophilus
25
caerulescens, Thamnophilus ruficapillus, Troglodytes aedon, Turdus albicollis, Turdus
amaurochalinus e Zonotrichia capensis.
No Uruguai as espécies Turdus albicollis e Turdus rufiventris também já foram
encontradas parasitadas por larvas de A. aureolatum (Venzal et al., 2005).
Poucas espécies de mamíferos já foram encontradas parasitadas por imaturos de
A. aureolatum, os relatos mais importantes foram feitos em roedores das espécies Ctenomys sp
e Euryzygimatomys spinosus. Outros relatos de menor relevância foram feitos para cachorro-
do-mato (Cerdocyon thous) e uma preguiça (Bradipus sp) (GUGLIELMONE et al.,. 2003).
Por outro lado, não há registro na literatura brasileira sobre o papel representado
pelas aves na história natural da Febre Maculosa Brasileira. Nos Estados Unidos, algumas
espécies de aves que foram experimentalmente infectadas com R. rickettsii, desenvolveram um
quadro de riquetsemia por cerca de 10 dias, sem qualquer sintoma clínico, indicando-as como
um potencial amplificador da bactéria na natureza, embora a capacidade de atuar como fonte de
infecção para carrapatos não tenha sido testada em condições de laboratório (LUNDGREN;
THORPE; HASKELL, 1966).
Ainda no foco endêmico de Taiaçupeba, Pinter e Labruna (2006) encontraram,
em um total de 669 adultos de A. aureolatum colhidos dos cães durante dois anos, 16
carrapatos (2,3%) infectados por riquetsias, sendo identificadas as especies R. bellii (n = 10) e
R. rickettsii (n = 6).
Um modelo de transmissão e perpetuação da R. rickettsii na natureza foi
apresentado por Pinter (2003) (Figura 1). Neste modelo, aves passeriformes e preás são
apontados como os principais hospedeiros das fases imaturas de A. aureolatum e, portanto,
também seriam os principais amplificadores da bactéria R. rickettsii entre os carrapatos. No
entanto, o modelo foi baseado em dados de infestação em laboratório e raros relatos na
literatura sobre a biologia do carrapato A. aureolatum, o que poderia afastá-lo da situação real.
O presente estudo foi elaborado no sentido de buscar novas informações sobre
quais espécies animais estão envolvidas como hospedeiros das fases imaturas do carrapato A.
aureolatum em condições naturais e sobre a relação destes animais com a bactéria R. rickettsii.
26
Figura 1 – Modelo apresentado por Pinter (2003), representando o provável ciclo
natural do carrapato A. aureolatum e a transmissão da bactéria R. rickettsii
entre a população de vetores e hospedeiros vertebrados no local de estudo
27
2 OBJETIVOS
_________________________________________________________________________
O presente trabalho objetivou avaliar o papel de animais silvestres na história
natural da febre maculosa na área endêmica de Taiaçupeba, Município de Mogi das Cruzes,
através da:
-Avaliação do parasitismo por carrapatos em aves silvestres, pequenos roedores,
e didelfídeos capturados na área endêmica, ao longo de 12 meses.
-Avaliação da infecção por riquétsias do grupo da febre maculosa em amostras
de tecidos de aves silvestres, pequenos roedores e didelfídeos capturados na área endêmica.
-Avaliação da infecção por riquétsias em amostras de carrapatos colhidos nos
animais silvestres capturados durante o estudo.
28
3 MATERIAL E MÉTODOS
___________________________________________________________________________
Este tópico descreve a conduta e procedimentos utilizados durante o estudo.
3.1 ÁREA DO ESTUDO
O estudo foi realizado em áreas de fragmentos circunvizinhas às propriedades
rurais onde Pinter e Labruna (2006) encontraram carrapatos A. aureolatum infectados por R.
rickettsii, colhidos de cães criados soltos e com acesso livre a fragmentos de matas, no distrito
de Taiaçupeba, Município de Mogi das Cruzes, SP (Figura 2). Neste mesmo local, ocorreram
casos fatais de febre maculosa recentemente (MELLES; COLOMBO; SILVA, 1992; FONTES
et al., 2000).
A área se caracteriza por estar inserida no domínio da Floresta Pluvial Atlântica
a uma altitude de 800m e estar parcialmente isolada pelo lago de uma barragem (Represa do
Rio Jundiaí). Apresenta dois fragmentos distintos compostos de floresta secundária jovem. Os
relatos apontam que estas áreas eram totalmente desmatadas e utilizadas na agricultura até
meados de 1990 quando a barragem foi construída e as áreas deixaram de ser utilizadas e
entraram em processo de regeneração. Na Figura 2 as áreas estão representadas como área
norte com 22 ha e área sul com 18 ha.
3.2 CAPTURA DOS ANIMAIS SILVESTRES
Neste tópico há o detalhamento sobre a captura e processamento dos animais
silvestres acessados neste estudo.
3.2.1 Amostragem dos animais
29
O Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis
(IBAMA), após análise do projeto, expediu a Licença n
o
175/2005 - CGFAU/LIC, que autoriza
a captura e sacrifício de animais silvestres nas seguintes condições: em cada captura mensal,
poder-se-ia sacrificar no máximo 15 indivíduos por espécie para aves, 10 indivíduos por
espécie para mamíferos com mais de 100g de peso e 20 indivíduos por espécie para mamíferos
com menos de 100g de peso, sendo que fêmeas prenhes ou lactantes não deveriam ser
sacrificadas.
Bozeman et al. (1967) determinaram a prevalência de animais infectados para a
bactéria R. rickettsii em populações de roedores de diversas espécies. Entre 954 animais
capturados foram encontrados cinco infectados (0,5%). Se for considerada apenas a espécie de
roedor M. pensilvanicus, a prevalência foi determinada em 1,08% (2/185). Esta espécie de
roedor é o principal hospedeiro das formas imaturas do carrapato D. variabilis, importante
vetor no lado leste dos EUA.
Baseado nesta informação, para este estudo, foi considerada uma prevalência
esperada de 1% para a presença da bactéria R. rickettsii. O número ideal de animais foi
determinado pela fórmula de amostragem aleatória simples (THRUSFIELD, 1995), utilizando-
se 95% de intervalo de confiança e precisão absoluta entre 90% e 95%. Desta forma,
determinou-se um valor ótimo de captura entre quatro e 16 animais por mês. Esta estimativa do
número de animais foi considerada para cada um dos três grupos pré-determinados: aves,
pequenos roedores e didelfídeos, independente da espécie capturada, uma vez que o
amplificador da bactéria R. rickettsii na natureza é desconhecido.
3.2.2 Captura dos animais
As coletas das aves foram realizadas mensalmente, durante dois a quatro dias
por mês, mantendo três ou quatro semanas de intervalo entre as campanhas, por um período de
um ano. Para a captura das aves foram utilizadas dez redes de neblina 3 x 14 m, com malhas de
25 e 20 mm, dispostas em linhas, alternadamente nas transecções abertas nos fragmentos
amostrados (Figura 3). As redes eram abertas ao amanhecer e fechadas ao entardecer, a uma
altura do solo máxima de 5 cm, sendo vistoriadas a cada 40 minutos para retirada das aves
capturadas.
30
Figura 2 - Foto aérea (1:10.000) da região de estudo de Pinter e Labruna (2006), indicando os locais onde
foram encontrados cães parasitados por adultos de A. aureolatum infectados por R. rickettsii e os
fragmentos de mata amostrados neste estudo, áreas norte (superior) e sul (inferior)
31
As capturas de pequenos roedores e didelfídeos foram realizadas durante a
mesma semana da captura das aves, através de 12 a 16 armadilhas do tipo “live trap” (20 x 20 x
40 cm) iscadas com bacon e banana e 41 estações de pitfall. Cada estação de pitfall foi
composta por quatro baldes de 35 litros cada, interligados por faixas de lona plástica de 50 cm
de largura perpendiculares ao solo e sustentadas por três hastes de madeira, sendo que 26 foram
construídas no fragmento norte e 15 no fragmento sul. As armadilhas tomahawk foram
colocadas adjacentes a algumas estações de pitfall, sendo que o local variou entre as campanhas
para aumentar o campo amostrado (Figura 3). As armadilhas foram utilizadas durante quatro a
cinco noites consecutivas de cada mês, pelo mesmo período de 12 meses das capturas de aves
silvestres. As armadilhas eram dispostas linearmente com distâncias de aproximadamente 20
metros entre si. As estações de pitfall foram construídas no primeiro mês de captura e
permaneceram no mesmo local durante os doze meses, sendo que nos intervalos entre as
campanhas, cada balde foi fechada com uma tampa apropriada para que nenhum animal fosse
capturado inoportunamente.
As campanhas de capturas foram realizadas nas seguintes datas:
Primeira campanha: de 16 a 21/01/2005
Segunda campanha: de 13 a 18/02/2005
Terceira campanha: de 19 a 25 /03/2005
Quarta campanha: de 17/04 a 23/04/2005
Quinta campanha: de 23/05 a 27/05/2005
Sexta campanha: de 27/06 a 30/06/2005
Sétima campanha
: de 26/07 a 30/07/2005
Oitava campanha
: de 22/08 a 26/08/2005
Nona campanha: de 20/09 a 24/09/2005
Décima campanha
: 24/10 a 27/10/2005
Décima primeira campanha: 21/11 a 25/11/2005
Décima segunda campanha: 19/12 a 23/12/2005
Os animais capturados foram colocados em sacos de pano e transportadas à base
de trabalho para o processamento apropriado.
3.3 PROCESSAMENTO DOS ANIMAIS
32
Após o deslocamento até a base de pesquisa, os animais foram sedados (xilasina
+ quetamina) e então lhes foi colhido sangue por punção intra-cardíaca, utilizando-se agulhas
13 x 0,45 mm para animais com peso até 50g, e 20 x 0,55mm para animais com peso maior
que 50g. Posteriormente, os animais, ainda anestesiados, foram sacrificados para
taxidermização. Para as aves, foi utilizado o método de compressão torácica manual, que tem
por princípio, provocar parada cardio-respiratória no animais. Para os mamíferos, aplicou-se
solução de cloreto de potássio (KCl) intra-cardíaco.
Após a constatação clínica da morte dos animais, estes eram vistoriados para
presença de carrapatos, sendo que todo ixodídeo encontrado foi retirado com auxílio de pinças
e acondicionado em frasco apropriado. A carcaça do animal era então colocada em decúbito
dorsal sobre uma placa de material maleável e tinha os quatro membros fixados por alfinetes
traspassados por sua extremidade.
Utilizando-se pinça e tesoura, a pele e camadas musculares da região abdominal
dos mamíferos e celomática das aves foram seccionadas. O instrumentário cirúrgico era
esterilizado em fogo direto a cada etapa da retirada dos órgãos. Uma vez exposto, um
fragmento do fígado foi retirado e acondicionado em um frasco criotubo. Após nova
esterilização em fogo direto do instrumentário cirúrgico, o estômago (mamíferos) ou o pró-
ventrícolo (aves) foi tracionado para o exterior do animal em sentido cranial facilitando o
acesso ao baço que foi pinçado e totalmente extirpado (com exceção de Didelphis aurita, para
o qual apenas um fragmento do baço foi retirado). A transferência dos órgãos dos animais para
os criotubos foi feita ao lado de um Bico de Bunsen aceso com o intuito de amenizar as
chances de contaminação bacteriana.
Os criotubos então foram imediatamente acondicionados em nitrogênio líqüido e
ao final de cada campanha foram transportados até o local de armazenamento final em freezer –
80
o
C no Laboratório de Doenças Parasitárias do Departamento de Medicina Veterinária
Preventiva e Saúde Animal da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade
de São Paulo.
As carcaças dos animais sacrificadas foram colocadas em sacos plásticos
transparentes, fechados hermeticamente, para que carrapatos que eventualmente não tivessem
sido retirados durante a vistoria, fossem colhidos após se desprenderem naturalmente do
hospedeiro. Após 24 à 48 horas os sacos com os animais eram abertos e as carcaças das aves
eram armazenadas em congelador -20
o
C e as dos mamíferos em solução de Formol 10%. Os
33
Figura 3 – Esquema real da disposição das redes de neblina, estações de pitfall e armadilhas tomahawk.
34
animais sacrificados foram identificados por especialistas e encaminhados para o Museu de
Zoologia da USP, onde foram tombados e depositados em coleção zoológica.
3.4 IDENTIFICAÇÃO DOS CARRAPATOS
Todos os carrapatos encontrados nos animais foram mantidos vivos em frascos
plásticos a temperatura entre 22
o
C e 25
o
C, e umidade relativa superior a 90%. Os carrapatos
foram transportados ao laboratório, onde foram identificados taxonomicamente.
Carrapatos do gênero Amblyomma colhidos nos estágios imaturos (larvas ou
ninfas), que se mantiveram vivos durante o transporte até o laboratório, foram alimentados em
coelhos (se necessário) e mantidos em laboratório até que atingissem o estádio adulto,
conforme descrito por Labruna et al. (2002). Este procedimento teve o objetivo de possibilitar a
identificação da espécie de Amblyomma, já que não existe literatura disponível para
identificação taxonômica para os estágios imaturos da maioria das espécies de Amblyomma do
Brasil.
A identificação taxonômica da espécie de Amblyomma, diretamente através do
estágio ninfal, foi possível apenas para a espécie Amblyomma longirostre, que apresenta duas
características, possivelmente autopomórficas: hipostômio em formato de lança (Figura 4) e
escudo tão longo quanto largo. As demais ninfas de Amblyomma spp conhecidas no Brasil
apresentam hipostômio espatulado (Figura 5) e escudo mais largo do que longo.
Figura 4 – Hipostômio em forma Figura 5 – Hipostômio em formato
de lança (detalhe) espatulado
35
Para os carrapatos do gênero Ixodes, a identificação morfológica da espécie foi
possível mesmo nas fases imaturas, através de análise comparativa com larvas e ninfas das
espécies de Ixodes do Brasil, obtidas através de colônias de laboratório e dados da literatura
(LABRUNA et al.,. 2005b, MARQUES et al.,. 2004). Para os exemplares do gênero
Haemaphysalis, a identificação da espécie foi possível para os estágios imaturos de acordo com
a literatura (COOLEY 1946). Uma vez identificados, os carrapatos foram armazenados em
álcool isopropílico para posterior pesquisa de DNA de riquétsias.
Quando a identificação taxonômica não foi possível por caracteres morfológicos,
utilizou-se a metodologia de amplificação e seqüenciamento do fragmento do gene
ribossômico-mitocondrial 16S (rRNA 16S mitocondrial). O DNA extraído de cada carrapato
(descrito a seguir) foi submetido à reação de PCR (reação em cadeia pela polimerase). Os
oligonucleotídeos iniciadores específicos para amplificação de um fragmento de 460 pares de
bases foram F:5´-CTGCTCAATGATTTTTTAAATTGCTGTGG-3´ (16S + 1, BLACK;
PIESMAN, 1994) e R:5´ - CCGGTCTGAACTCAGATCAAGT-3´ (16S -1, BLACK;
PIESMAN, 1994) como descrito por Mangold, Bargues e Mas-Coma (1998). O material
amplificado foi seqüenciado utilizando-se a metodologia de Sanger com reagente com ddNTP
marcado BigDye 3.1 (Applied Biosystem, Foster, CA), conforme as instruções do protocolo do
reagente e seqüenciador automático ABI 377 (Applyed Biosystem, Foster, CA).
A análise do cromatogramas gerados pelo seqüenciador foi feita pelo programa
de computador SeqMan (Lasergene; DNAstar, Madison, Wis.) e apenas trechos do
seqüenciamento com índice de qualidade maior ou igual a 20 (chance máxima de erro igual a
1%) foram consideradas e seqüências com menos de 100 bases com alta qualidade foram
descartadas. O alinhamento foi feito pelo programa BLAST two sequences analysis
(ALTSCHUL et al.,. 1990). As seqüências geradas então eram confrontadas com seqüências
conhecidas de espécies de carrapatos do gênero Amblyomma. A identidade da seqüência foi
conferida àquelas que obtiveram similaridade maior ou igual a 98% com uma das seqüências
das espécies de carrapatos conhecidas.
O gene ribossômico-mitocondrial 16S é um importante marcador molecular para
diferenciar espécies. A tabela 1 mostra o resultado de similaridade de alinhamento entre
seqüências de carrapatos conhecidas. Não houve nenhum pareamento com similaridade maior
do que 87,5%, o que oferece suporte ao critério adotado neste trabalho, de considerar
seqüências de uma mesma espécie somente quando a similaridade for maior ou igual a 98%.
36
Tabela 1 – Porcentagem de similaridade e divergência do fragmento do gene 16S mitocondrial
para algumas espécies de carrapatos do gênero Amblyomma.
Porcentagem de Similaridade
A.aur A.caj
A
.dub A.lon A.ova A.par A.tig
A. aureolatum
84,8 84,3 85,3 86,1 85,3 82,5
A. cajennense
15,2 84,1 82,6 85,0 82,3 83,3
A. dubitatum
15,7 15,9 87,3 84,2 86,5 83,9
A. longirostre
14,7 17,4 12,7 84,5 87,5 84,1
A. ovale
13,9 15,0 15,8 15,5 83,4 84,2
A. parkeri
14,7 13,5 12,5 12,5 16,6 84,5
A. tigrinum
17,5 16,1 15,9 15,9 15,8 15,5
Porcentagem de Divergência
3.5 PESQUISA DE INFECÇÃO POR RIQUÉTSIAS NOS CARRAPATOS
Cada carrapato foi individualmente processado para extração de DNA.
Carrapatos nos estádios de larva ou ninfa foram colocados em microtubos plásticos de 1,5 ml,
aos quais foram acrescentados 30 µl de TE, sendo os carrapatos macerados com micropistilos.
Os tubos foram levados ao termobloco à temperatura de 100
o
C por 15 min. Para os carrapatos
colhidos no estádio adulto, a extração de DNA foi executada utilizando-se o kit Tissue Kit®
(Quiagen – Maryland, EUA), segundo o protocolo para isolamento de DNA de insetos.
O DNA extraído foi inicialmente submetido à PCR usando-se oligonucleotídeos
iniciadores de altíssima sensibilidade que amplificam um fragmento de 147 pares de
nucleotídeos do gene citrato sintase, descrito por Labruna et al. (2004a), presente em todas as
espécies do gênero Rickettsia. Uma vez positivos para esta PCR, amostras de DNA do mesmo
carrapato foram submetidas a PCRs utilizando-se, separadamente, dois pares de
oligonucleotídeos iniciadores que amplificam, respectivamente, um fragmentos de 512 pares de
bases do gene ompA, presentes apenas nas espécies de riquétsias do grupo da febre maculosa e
um fragmento maior do gene gltA com 401 pares de bases. Somente as amostras positivas para
a segunda reação foram consideradas verdadeiramente positivas, pois são reações mais
específicas.
O material genético extraído dos carrapatos, se positivos para os genes gltA e
ompA, foi então processado em duas novas PCR utlizando-se oligonucleotídos iniciadores para
um fragmento de 660 pares de bases do gene ompB e para um fragmento de 434 pares de bases
para o gene codificador da proteína 17 kDa (htrA). Os protocolos para PCR foram os mesmos
37
utilizados por Labruna et al. (2004a), a lista de oligonucleotídeos iniciadores está representada
na tabela 2.
Os carrapatos que se mostraram positivos para o gene ompA tiveram o
fragmento amplificado submetido à reação de seqüenciamento genômico como descrito para o
gene ribossômico-mitocondiral 16S no item 3.4. Os carrapatos que se mostraram positivos
apenas para o gene gltA tiveram um fragmento amplificado de 401 pares de bases submetido à
reação de seqüenciamento. As seqüências obtidas foram submetidas ao programa “BLAST
analysis” (ALTSCHUL et al.,. 1990) para determinar similaridades com outras espécies de
riquétsias.
Tabela 2 – Lista de oligonucleotídeos iniciadores utilizados para amplificar
genes de riquétsias
Gene óligos Seqüência dos óligos referência Posição do gene
relativo à fase
de leitura
gltA
1 CS-5 GAGAGAAAATTATATATCCAAATGTTGAT
Labruna et
al., 2004a
922 a 948
CS-6 AGGGTCTTCGTGCATTTCTT
1068 a 1049
2 CS-78 GCAAGTATCGGTGAGGATGTAAT
Labruna et
al., 2004a
-78 a -56
CS-323 GCTTCCTTAAAATTCAATAAATCAGGAT
323 a 296
htrA
3 17kD1 GCTCTTGCAACTTCTATGTT
Webb et al.,
1990
31 a 50
17kD2 CATTGTTCGTCAGGTTGGCG
464 a 445
ompA
4 Rr190.70p ATGGCGAATATTTCTCCAAAA
Regnery et
al., 1991
478 a 499
Rr190.602n AGTGCAGCATTCGCTCCCCCT
990 a 969
ompB
5 Rr120.501p GGCAATTAATATCGCTGACGG Eremeeva et
al, 1994
696-716
Rr120.1000n GCATCTGCACTAGCACTTTC 1349-1330
38
3.6 ISOLAMENTO E DETECÇÃO DE RIQUÉTSIAS EM TECIDOS DE ANIMAIS
SILVESTRES
As amostras de baço de cada animal, após descongeladas à 37º C, tiveram uma
alíquota (~10 µg) retirada e submetida à extração de DNA utilizando-se o kit comercial Dneasy
Tissue Kit® (Quiagen – Maryland, EUA), segundo o protocolo para isolamento de DNA de
tecidos animais. O material genético extraído foi utilizado na reação de PCR como descrito
para os carrapatos (item 3.5). Concomitantemente fragmentos do baço foram submetidos às
técnicas de isolamento de riquétsias.
Para as nove primeiras amostras dos animais processadas, o macerado do
restante do baço foi inoculado diretamente em cultivo de células Vero pela técnica de “Shell
vial”. Como controle positivo foi utilizado fragmentos de baço de cobaias infectadas em
laboratório com a bactéria R. rickettsii e sacrificadas entre o 5
o
e 7
o
dia após a infecção. Um
“shell vial” consiste em um tubo cilíndrico, com fundo raso, no qual é estabelecida uma
monocamada de células Vero com o intuito de isolar organismos intracelulares obrigatórios.
Dois destes tubos foram utilizados para cada animal, sendo que alíquotas do baço foram
inoculadas individualmente em cada tubo.
Os tubos inoculados foram imediatamente centrifugados por uma hora a 600 g a
22
o
C. Após isso, a monocamada de células Vero foi lavada com meio “Minimum Essential
Medium”(MEM), contendo 5% de soro de bezerro bovino. Então, 1 ml do mesmo meio foi
colocado em cada tubo, os quais foram incubados às temperaturas de 28 e 32
o
C (um tubo para
cada temperatura). Após três dias, o meio líquido de cada tubo foi centrifugado e o sedimento
foi fixado em lâmina de vidro, a qual foi corada pelo método de Gimenez (GIMÉNEZ, 1964),
para visualização de estruturas tipo riquétsias no interior das células (LABRUNA et al., 2004a).
No entanto, devido ao fato de que os controles positivos (baço de cobaia
infectada) se mostraram negativos no isolamento com células Vero, optou-se por modificar a
metodologia para uma técnica mais sensível, utilizando-se cobaias como descrito por Bozeman
et al. (1967). Assim, após a retirada de uma alíquota para a PCR, o restante do baço foi
macerado utilizando-se cadinho e pistilo e inoculado em cobaias pela via intraperitoneal. Os
macerados foram feitos em grupos de até seis baços de animais do mesmo gênero taxonômico.
Cada macerado de um grupo de baços de animais do mesmo gênero foi inoculado em duas
cobaias (Cavia aperea porcellus). Estas cobaias tiveram a temperatura corporal mensurada
diariamente entre do primeiro ao 21
o
dia após a inoculação. Se alguma cobaia apresentasse
39
hipertermia (T
o
C > 39,5ºC) por um período de 3 dias consecutivos e se o material do baço
inoculado se apresentasse positivo para a presença de riquétsias pelo teste de PCR, o animal
silvestre cujo baço foi originado seria considerado infectado para riquétsia.
3.7 PESQUISA DE CARRAPATOS EM CÃES
Durante as 12 campanhas mensais de captura de animais, cães domésticos de
propriedades rurais da área do estudo foram examinados para infestação por carrapatos. Os
carrapatos encontrados foram identificados conforme a espécie.
3.8 ANÁLISE DOS RESULTADOS
Com base nos dados de parasitismo dos carrapatos nos diferentes grupos de
animais foram calculados valores de abundância parasitária média e intensidade parasitária
média. Segundo Bush et al. (1997), abundância parasitária média é o valor do número total de
indivíduos de uma espécie particular de parasita em uma amostra de uma espécie particular de
hospedeiro dividido pelo número total de hospedeiro desta espécie examinada (incluindo
ambos hospedeiros infestados e não infestados), enquanto que intensidade parasitária média é o
valor do número total de indivíduos de uma espécie particular de parasita em uma amostra de
uma espécie particular de hospedeiro dividido pelo número total de hospedeiros parasitados
desta espécie examinada (não estão incluídos os hospedeiros não parasitados).
Os resultados de parasitismo por carrapatos foram analisados pelo teste
estatístico de normalidade Anderson-Darling. Uma vez determinado que os valores não tinham
distribuição normal (p<0,005), foi utilizado o teste Kruskal-Wallis para K variáveis e o teste de
Mann-Whitney, quando foi necessário comparar as variáveis duas a duas, os cálculos foram
feitos no programa para computador SPSS 14.0 for Windowns – LEAD Technologies.
Os carrapatos colhidos foram divididos por espécie e estádio evolutivo e
comparados ao grupo de espécies hospedeiras e mês do ano em que foram colhidos. Apenas
para as aves houve divisão em grupos segundo o estrato vertical em que cada espécie de ave
tem preferência em habitar. As espécies de aves capturadas foram classificadas em seis estratos
40
verticais, segundo Parker, Stotz e Fitzpatrick (1996). Os estratos foram: Terrestre/sub-bosque;
Sub-bosque; Sub-bosque/bosque; Bosque/Dossel; Dossel e Terrestre/Dossel (Tabela 3 e Figura
6)
Tabela 3 – Classificação das aves segundo o estrato vertical da floresta em que
preferencialmente habitam
Ordem Família Espécie Estrato
Piciformes Picidae
Celeus flavescens
Bosque/Dossel
Passeriforme Thraupidae
Tachyphonus coronatus
Bosque/Dossel
Falconiformes Accipitridae
Rupornis magnirostris
Dossel
Passeriforme Thraupidae
Thraupis sayaca
Dossel
Passeriforme Tyrannidae
Megarynchus pitangua
Dossel
Passeriforme Tyrannidae
Tolmomyias sulphurescens
Dossel
Passeriforme Furnariidae
Synallaxis ruficapilla
Sub-bosque
Passeriforme Furnariidae
Syndactyla rufosuperciliata
Sub-bosque
Passeriforme Parulidae
Basileuterus leucoblepharus
Sub-bosque
Passeriforme Thamnophilidae
Pyriglena leucoptera
Sub-bosque
Passeriforme Tityridae
Schiffornis virescens
Sub-bosque
Passeriforme Tyrannidae
Platyrinchus mystaceus
Sub-bosque
Passeriforme Dendrocolaptidae
Xiphorhynchus fuscus
Sub-bosque/Bosque
Passeriforme Furnariidae
Xenops minutus
Sub-bosque/Bosque
Passeriforme Parulidae
Basileuterus culicivorus
Sub-bosque/Bosque
Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sub-bosque/Bosque
Passeriforme Thamnophilidae
Dysithamnus mentalis
Sub-bosque/Bosque
Passeriforme Thraupidae
Trichothraupis melanops
Sub-bosque/Bosque
Passeriforme Tyrannidae
Leptopogon amaurocephalus
Sub-bosque/Bosque
Passeriforme Tyrannidae
Mionectes rufiventris
Sub-bosque/Bosque
Cuculiformes Cuculidae
Crotophaga ani
Terrestre/Dossel
Passeriforme Turdidae
Turdus rufiventris
Terrestre/Dossel
Passeriforme Tyrannidae
Pitangus sulphuratus
Terrestre/Dossel
Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Terrestre/Sub-bosque
41
Terrestre/sub-bosque
Sub-bosque
Sub-bosque/bosque
Dossel
Bosque/dossel
Terrestre/dossel
Legenda
Terrestre/sub-bosque
Sub-bosque
Sub-bosque/bosque
Dossel
Bosque/dossel
Terrestre/dossel
Legenda
Figura 6 – Desenho esquemático da Mata Pluvial Atlântica com a delimitação ilustrativa dos
estratos verticais utilizados para agrupar as espécies de aves capturadas neste
estudo
42
4 RESULTADOS
___________________________________________________________________________
Neste tópico serão apresentados os resultados do estudo.
4.1 CAPTURA DE ANIMAIS SILVESTRES
O número de animais amostrados sofreu influência direta da capacidade de
suporte da área para cada espécie. Após doze campanhas, 243 animais foram capturas sendo 46
didelfídeos (Tabela 4), 76 aves (Tabela 5) e 121 roedores (Tabela 6) (Figuras 7, 8, 9, 10, 11 e
12). Todos os animais foram sacrificados, com exceção de dois animais que estavam
apresentando sinais de estarem lactantes e foram liberados após o exame do pelame. Órgãos de
quatro didelfídeos e seis roedores não foram armazenados, pois os animais já foram
encontrados mortos nas armadilhas, e apresentavam os tecidos em estado avançado de autólise.
Para quatro aves não foi possível retirar o baço devido a dificuldades no procedimento de
necropsia.
Foram capturadas aves de cinco ordens diferentes: Columbriformes (8),
Cuculiformes (2), Falconiformes(1), Passeriformes (64) e Piciformes (1). As aves capturadas
da ordem Passeriforme se distribuíram em nove famílias: Dendrocolaptidae (4), Furnariidae
(5), Parulidae (2), Pipridae (16), Thamnophilidae (8), Thraupidae (10), Tityridae (2), Turdidae
(1), Tyrannidae(16).
Todos os roedores capturados pertenciam à família Cricetidae e sub-família
Sigmodontinae. Assim como todos os didelfídeos pertenciam à família Didelphidae e sub-
família Didelphinae.
As aves foram classificadas de acordo com o estrato vertical que ocupam
preferencialmente na mata. Os estratos com maior número de aves capturadas foram o “sub-
bosque/bosque” (com 34 aves capturadas durante todo o ano, exceto no mês de outubro) e o
“sub-bosque” (com 13 aves capturadas durante todo o ano, exceto nos meses de julho e
outubro) (Figura 13).
43
Figura 7 – Ave capturada da espé cie Pyriglena leucoptera
Figura 8 – Ave da espé cie Chiroxiphia caudata sendo retirada da rede
Figura 9 – Rede de neblina armada em trilha na mata
44
Figura 10 – Estaçã o de Pitfall armada na mata
Figura 11 – Roedor capturado em armadilha Pitfall
Figura 12 – Didelfídeo capturado da espé cie Monodelphis americana
45
Tabela 4 - Dados dos didelfídeos capturados de janeiro a dezembro de 2005 e presença de carrapatos
(L=larva(s); N=ninfa(s); M=macho(s) e F=fêmea(s))
Identificação Data Espécie Mata Carrapatos
VPS 039 17/02 Didelphis aurita Norte
9F - Ixodes loricatus
1L - A. dubitatum* e 1L - A.dubitatum***
VPS 040 17/02 Didelphis aurita Sul 1M e 6F - I. loricatus
VPS 044 18/02 Didelphis aurita Sul 1M e 4F - I. loricatus
VPS 064 23/03 Didelphis aurita Sul 1L - H. jusxtakochi**
VPS 084 24/03 Didelphis aurita Sul
VPS 166 29/07 Didelphis aurita Norte
VPS 172 29/07 Didelphis aurita Sul
VPS 173 29/07 Didelphis aurita Sul
VPS 192 23/09 Didelphis aurita Sul 1M e 1F - I. loricatus
VPS 199 26/10 Didelphis aurita Norte
VPS 200 26/10 Didelphis aurita Norte 3F - I. loricatus
VPS 201 26/10 Didelphis aurita Norte
1L - A. dubitatum***
1F - I. loricatus
VPS 203 22/11 Didelphis aurita Sul
VPS 208 23/11 Didelphis aurita Norte 2F - I. loricatus
VPS 212 24/11 Didelphis aurita Norte
VPS 013 18/01 Gracilianus microtarsus Sul
VPS 121 24/05 Marmosops sp Norte
VPS 122 25/05
Marmosops sp
Sul
VPS 131 25/05
Marmosops sp
Norte
VPS 132 25/05
Marmosops sp
Norte
VPS 182 25/08
Marmosops sp
Norte
VPS 001 17/01
Marmosops sp
Norte
VPS 016 19/01
Marmosops sp
Norte
VPS 017 19/01
Marmosops sp
Norte
VPS 020 19/01
Marmosops sp
Sul 2L - I .loricatus
VPS 052 22/03
Marmosops sp
Norte
VPS 061 23/03
Marmosops sp
Norte
VPS 217 20/12
Marmosops sp
Norte 1L - I. loricatus
VPS 004 17/01 Monodelphis americana Sul 1L - I. loricatus
VPS 029 15/02
Monodelphis americana
Norte
VPS 030 16/02
Monodelphis americana
Norte 5L - I.loricatus
VPS 033 16/02
Monodelphis americana
Sul 1N - I. aragaoi
VPS 042 18/02
Monodelphis americana
Norte 1N e 1L - I. aragaoi
VPS 043 18/02
Monodelphis americana
Norte 1L - I. loricatus
VPS 067 23/03
Monodelphis americana
Norte
2L - I. loricatus
1L - I. aragaoi
VPS 073 24/03
Monodelphis americana
Norte
VPS 089 21/04
Monodelphis americana
Norte
VPS 133 25/05
Monodelphis americana
Norte
VPS 189 21/09
Monodelphis americana
Norte
4L - I. aragaoi
3N - I .loricatus
VPS 191 21/09
Monodelphis americana
Norte
VPS 198 26/10
Monodelphis americana
Norte 1N - I.loricatus
VPS 216 20/12
Monodelphis americana
Norte 1N -
I. aragaoi
VPS 219 21/12
Monodelphis americana
Norte 11N – I. aragaoi
VPS 220 21/12
Monodelphis americana
Norte
VPS 232 21/12
Monodelphis americana
Norte
VPS 238 21/12
Monodelphis americana
Norte
* Criado até a fase adulta; ** Criado até a fase de ninfa; *** Diagnóstico molecular
46
Tabela 5 - Dados das aves capturados de janeiro a dezembro de 2005 e presença de carrapatos
(L=larva(s); N=ninfa(s); M=macho(s) e F=fêmea(s))
Id. Data Ordem Família Espécie Mata Carrapatos
VPS 023 13/02 Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Norte
VPS 026 15/02 Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Sul
VPS 027 15/02 Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Sul
VPS 070 23/03 Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Sul
VPS 071 23/03 Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Sul
VPS 072 23/03 Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Sul
VPS 159 28/07 Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Sul
VPS 174 23/08 Columbriforme Columbidae
Leptotila verreauxi
Sul
VPS 143 28/06 Cuculiformes Cuculidae
Crotophaga ani
Sul
VPS 144 28/06 Cuculiformes Cuculidae
Crotophaga ani
Sul
VPS 195 25/10 Falconiformes Accipitridae
Rupornis magnirostris
VPS 162 28/07 Passeriforme Dendrocolaptidae
Xiphorhynchus fuscus
Sul 2L - Amblyomma sp
2L - A. longirostre**
VPS 170 29/07 Passeriforme Dendrocolaptidae
Xiphorhynchus fuscus
Sul 3L - A. longirostre***
VPS 184 25/08 Passeriforme Dendrocolaptidae
Xiphorhynchus fuscus
Norte 1L - A. longirostre**
VPS 185 25/08 Passeriforme Dendrocolaptidae
Xiphorhynchus fuscus
Norte 1L - Amblyomma sp
1L - A. longirostre***
3L - A. parkeri***
VPS 050 20/03 Passeriforme Furnariidae
Synallaxis ruficapilla
Norte
VPS 140 28/06 Passeriforme Furnariidae
Synallaxis ruficapilla
Sul
VPS 015 18/01 Passeriforme Furnariidae
Syndactyla rufosuperciliata
Norte
VPS 154 27/07 Passeriforme Furnariidae
Xenops minutus
Sul
VPS 186 21/09 Passeriforme Furnariidae
Xenops minutus
Sul 1L - A. longirostre***
VPS 024 13/02 Passeriforme Parulidae
Basileuterus culicivorus
Norte
VPS 239 21/12 Passeriforme Parulidae
Basileuterus leucoblepharus
Norte
VPS 021 13/02 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Norte
VPS 055 23/03 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul
VPS 087 15/04 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul
VPS 138 26/05 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul 1L - A. longirostre**
VPS 139 28/06 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul 2L - Amblyomma sp
3L - A. longirostre**
1L - A. Longirostre ***
VPS 155 27/07 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul
VPS 156 27/07 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul
VPS 167 29/07 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul
VPS 163 29/07 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul 4L - A. longirostre***
2L - Amblyomma sp
VPS 175 24/08 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul 10L - Amblyomma sp
5L - A. longirostre***
1N - A. parkeri***
VPS 177 24/08 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul 2L - Amblyomma sp
1L - A. longirostre**
1L - A. longirostre***
VPS 178 24/08 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul 1L - A. longirostre***
VPS 188 22/09 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul
VPS 190 22/09 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Norte
VPS 207 22/11 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul
VPS 218 20/12 Passeriforme Pipridae
Chiroxiphia caudata
Sul
VPS 168 29/07 Passeriforme Thamnophilidae
Dysithamnus mentalis
Sul
VPS 171 29/07 Passeriforme Thamnophilidae
Dysithamnus mentalis
Sul 2L - Amblyomma sp
3L - A parkeri***
6L - A. longirostre**
VPS 010 18/01 Passeriforme Thamnophilidae
Dysithamnus mentalis
Norte
VPS 022 13/02 Passeriforme Thamnophilidae
Pyriglena leucoptera
Norte
VPS 109 22/04 Passeriforme Thamnophilidae
Pyriglena leucoptera
Sul 19L e 1N - A. aureolatum***
47
Id. Data Ordem Família Espécie Mata Carrapatos
VPS 113 24/05 Passeriforme Thamnophilidae
Pyriglena leucoptera
Sul 1 N e 3L - A. aureolatum***
1L - Amblyomma sp
1L - A. longirostre**
1L - A. longirostre***
VPS 176 24/08 Passeriforme Thamnophilidae
Pyriglena leucoptera
Sul 7L - A.aureolatum***
1N - A.aureolatum*
2L - A. longirostre***
VPS 213 24/11 Passeriforme Thamnophilidae
Pyriglena leucoptera
Norte 1L - H. juxtakochi**
VPS 025 15/02 Passeriforme Thraupidae
Tachyphonus coronatus
Sul
VPS 112 22/04 Passeriforme Thraupidae
Tachyphonus coronatus
Sul
VPS 161 28/07 Passeriforme Thraupidae
Tachyphonus coronatus
Sul 1L - A. longirostre***
VPS 194 25/10 Passeriforme Thraupidae
Tachyphonus coronatus
Sul
VPS 227 21/12 Passeriforme Thraupidae
Tachyphonus coronatus
Norte 1N - A. longirostre
VPS 236 21/12 Passeriforme Thraupidae
Tachyphonus coronatus
Norte 1N - A. longirostre
VPS 243 22/12 Passeriforme Thraupidae
Tachyphonus coronatus
VPS 205 22/11 Passeriforme Thraupidae
Thraupis sayaca
Sul
VPS 141 28/06 Passeriforme Thraupidae
Trichothraupis melanops
Sul 10L - A. longirostre***
VPS 158 28/07 Passeriforme Thraupidae
Trichothraupis melanops
Sul 2L - A. longirostre***
2L - A. longirostre**
1L - Ixodes sp
1N - A. longirostre
VPS 086 15/04 Passeriforme Tityridae
Schiffornis virescens
Sul
VPS 183 25/08 Passeriforme Tityridae
Schiffornis virescens
Sul
VPS 214 20/12 Passeriforme Turdidae
Turdus rufiventris
Sul
VPS 111 22/04 Passeriforme Tyrannidae
Leptopogon amaurocephalus
Sul 1L - A. longirostre***
VPS 145 28/06 Passeriforme Tyrannidae
Leptopogon amaurocephalus
Sul 2L - A. longirostre***
VPS 242 22/12 Passeriforme Tyrannidae
Leptopogon amaurocephalus
Sul
VPS 028 15/02 Passeriforme Tyrannidae
Megarynchus pitangua
Sul
VPS 085 15/04 Passeriforme Tyrannidae
Mionectes rufiventris
Sul 3L - A. longirostre***
VPS 110 22/04 Passeriforme Tyrannidae
Mionectes rufiventris
Sul
VPS 142 28/06 Passeriforme Tyrannidae
Mionectes rufiventris
Sul 4L - A. longirostre***
VPS 054 23/03 Passeriforme Tyrannidae
Pitangus sulphuratus
Sul
VPS 157 28/07 Passeriforme Tyrannidae
Pitangus sulphuratus
Sul
VPS 165 29/07 Passeriforme Tyrannidae
Pitangus sulphuratus
Sul
VPS 196 25/10 Passeriforme Tyrannidae
Pitangus sulphuratus
Sul
VPS 197 25/10 Passeriforme Tyrannidae
Pitangus sulphuratus
Sul
VPS 204 22/11 Passeriforme Tyrannidae
Pitangus sulphuratus
Sul
VPS 179 24/08 Passeriforme Tyrannidae
Platyrinchus mystaceus
Norte
VPS 187 22/09 Passeriforme Tyrannidae
Platyrinchus mystaceus
Norte 1L - Amblyomma sp
VPS 169 29/07 Passeriforme Tyrannidae
Tolmomyias sulphurescens
Sul 1L - A.longirostre**
1L - A.longirostre***
VPS 235 21/12 Piciformes Picidae
Celeus flavescens
Norte
* Criado até a fase adulta; ** Criado até a fase de ninfa; *** Diagnóstico molecular
Tabela 6 - Dados dos roedores capturados de janeiro a dezembro de 2005 e presença de
carrapatos (L=larva(s); N=ninfa(s); M=macho(s) e F=fêmea(s))
Id. Data Espécie Mata Carrapatos
VPS 035 17/02 ? Norte
VPS 005 17/01 Akodon sp Sul
VPS 006 17/01 Akodon sp Sul 1L - I. aragaoi
VPS 008 17/01 Akodon sp Sul 2L - I. loricatus
VPS 009 17/01 Akodon sp Sul
VPS 011 18/01 Akodon sp Norte
VPS 012 18/01 Akodon sp Norte
VPS 014 18/01 Akodon sp Sul
VPS 018 19/01 Akodon sp Sul
VPS 019 19/01 Akodon sp Sul
VPS 032 16/02 Akodon sp Sul 4L - I. aragaoi
VPS 036 17/02 Akodon sp Norte
VPS 038 17/02 Akodon sp Sul 1N - I. aragaoi
VPS 045 15/03 Akodon sp Norte
VPS 048 15/03 Akodon sp Norte
VPS 049 15/03 Akodon sp Norte
VPS 051 22/03 Akodon sp Norte
VPS 053 23/03 Akodon sp Sul
VPS 056 23/03 Akodon sp Sul
VPS 057 23/03 Akodon sp Sul
VPS 059 23/03 Akodon sp Sul
VPS 060 23/03 Akodon sp Norte
VPS 075 24/03 Akodon sp Sul
VPS 078 24/03 Akodon sp Sul
VPS 080 24/03 Akodon sp Sul
VPS 081 24/03 Akodon sp Sul
VPS 082 24/03 Akodon sp Sul
VPS 090 21/04 Akodon sp Norte
VPS 091 21/04 Akodon sp Norte 2L - I. aragaoi
VPS 092 21/04 Akodon sp Sul 4L - I. aragaoi
VPS 095 22/04 Akodon sp Norte
VPS 097 22/04 Akodon sp Norte
VPS 098 22/04 Akodon sp Norte
VPS 099 22/04 Akodon sp Sul
VPS 102 22/04 Akodon sp Sul
VPS 103 22/04 Akodon sp Sul
VPS 105 22/04 Akodon sp Sul 1L - I. aragaoi
VPS 107 22/04 Akodon sp Sul
VPS 108 22/04 Akodon sp Sul
VPS 114 24/05 Akodon sp Sul
VPS 115 24/05 Akodon sp Sul 1N - I. loricatus
VPS 116 24/05 Akodon sp Sul
VPS 117 24/05 Akodon sp Sul
VPS 118 24/05 Akodon sp Sul
VPS 119 24/05 Akodon sp Norte
VPS 120 24/05 Akodon sp Norte
VPS 123 25/05 Akodon sp Sul
VPS 124 25/05 Akodon sp Sul
49
Id. Data Espécie Mata Carrapatos
VPS 134 25/05 Akodon sp Norte
VPS 135 25/05 Akodon sp Norte
VPS 137 25/05 Akodon sp Norte
VPS 146 28/06 Akodon sp Norte
VPS 147 28/06 Akodon sp Sul
VPS 148 28/06 Akodon sp Sul
VPS 149 29/06 Akodon sp Norte
VPS 151 29/06 Akodon sp Sul
VPS 152 29/06 Akodon sp Sul
VPS 153 29/06 Akodon sp Sul 1L - I. aragaoi
VPS 160 28/07 Akodon sp Norte
VPS 164 29/07 Akodon sp Sul
VPS 180 25/08 Akodon sp Sul 1L e 2N - I. aragaoi
VPS 193 21/09 Akodon sp Sul
VPS 206 22/11 Akodon sp Sul
VPS 209 24/11 Akodon sp Norte
VPS 221 21/12 Akodon sp Norte
VPS 222 21/12 Akodon sp Norte
VPS 224 21/12 Akodon sp Norte
VPS 226 21/12 Akodon sp Norte
VPS 230 21/12 Akodon sp Norte
VPS 231 21/12 Akodon sp Norte
VPS 234 21/12 Akodon sp Norte
VPS 240 22/12 Akodon sp Norte
VPS 241 22/12 Akodon sp Norte
VPS 002 17/01
Bibimes labiosus
Norte
VPS 181 25/08
Bibimes labiosus
Norte
VPS 237 21/12 Brucepattersonius sp Norte 6L - I. aragaoi
VPS 046 15/03
Holochilus brasiliensis
Norte
VPS 003 17/01
Juliomys pictips
Norte
VPS 007 17/01
Juliomys pictips
Sul 1L - I. loricatus
VPS 031 16/02
Juliomys pictips
Norte
VPS 037 17/02
Juliomys pictips
Sul
VPS 062 23/03
Juliomys pictips
Sul 1L - I. aragaoi
VPS 066 23/03
Juliomys pictips
Norte
VPS 068 23/03
Juliomys pictips
Norte
VPS 076 24/03
Juliomys pictips
Sul
VPS 079 24/03
Juliomys pictips
Sul 1L - I. loricatus
VPS 083 24/03
Juliomys pictips
Sul 1N - I. loricatus
VPS 202 22/11
Juliomys pictips
Norte 1M e 3N - I. loricatus
VPS 225 21/12
Juliomys pictips
Norte
VPS 229 21/12
Juliomys pictips
Norte 3N e 1L - I. loricatus
VPS 233 21/12
Juliomys pictips
Norte
VPS 223 21/12
Nectomys squamipes
Norte
VPS 047 15/03 Oligorysomys sp Norte
VPS 058 23/03 Oligorysomys sp Sul
VPS 063 23/03 Oligorysomys sp Sul 1N - I. loricatus
VPS 065 23/03 Oligorysomys sp Norte 1N e 2L - I. aragaoi
VPS 069 23/03 Oligorysomys sp Sul
VPS 074 24/03 Oligorysomys sp Norte
50
Id. Data Espécie Mata Carrapatos
VPS 077 24/03 Oligorysomys sp Sul
VPS 088 21/04 Oligorysomys sp Norte 1N - I. loricatus
VPS 093 22/04 Oligorysomys sp Sul
VPS 094 22/04 Oligorysomys sp Sul
VPS 096 22/04 Oligorysomys sp Norte
VPS 100 22/04 Oligorysomys sp Norte 2L - I. aragaoi
VPS 101 22/04 Oligorysomys sp Norte 1L - I. aragaoi
VPS 104 22/04 Oligorysomys sp Sul
VPS 106 22/04 Oligorysomys sp Sul
VPS 125 25/05 Oligorysomys sp Sul
VPS 126 25/05 Oligorysomys sp Sul
VPS 127 25/05 Oligorysomys sp Sul
VPS 128 25/05 Oligorysomys sp Sul
VPS 129 25/05 Oligorysomys sp Sul 1N - I. aragaoi
VPS 130 25/05 Oligorysomys sp Sul
VPS 136 25/05 Oligorysomys sp Norte
VPS 150 29/06 Oligorysomys sp Norte
VPS 215 20/12 Oligorysomys sp Norte 1L - I. loricatus
VPS 228 21/12 Oligorysomys sp Norte
VPS 034 17/02 Oligorysomys sp Norte
VPS 041 18/02 Oligorysomys sp Norte
VPS 210 24/11
Rhipidomys mastacalis
Norte
VPS 211 24/11
Rhipidomys mastacalis
Norte
mês
Estrato
DezNovOutSetAgoJulJunMa iAbrMarFevJan
6
5
4
3
2
1
Figura 13 – Aves capturas de acordo com os estratos verticais da mata contemplados
durante os 12 meses de estudo. Os números de 1 a 6 são referentes aos
seguintes estratos: 1 – Terrestre/sub-bosque; 2 – Sub-bosque; 3 – Sub-
bosque/bosque; 4 – Bosque/dossel; 5 – Dossel; 6 – Terrestre/dossel
51
4.2 PARASITISMO POR CARRAPATOS
Durante os 12 meses do estudo, foram encontrados 247 carrapatos parasitando
animais silvestres capturados nos fragmentos de mata. Foram identificados três gêneros e sete
espécies de carrapatos: Amblyomma aureolatum, Amblyomma dubitatum, Amblyomma
longirostre, Amblyomma parkeri, Haemaphysalis juxtakochi, Ixodes aragaoi e Ixodes loricatus.
Alguns exemplares não tiveram a espécie determinada, sendo indentificados como Amblyomma
sp e Ixodes sp.
A identificação genotípica através de fragmento do gene mitocondrial
ribossômico 16S foi utilizada com sucesso para 83 carrapatos imaturos enquanto que a técnica
de alimentação em coelhos no laboratório foi eficiente para 22 carrapatos imaturos. Através
destas técnicas foi possível identificar 105 carrapatos imaturos dos gêneros Amblyomma e
Haemaphysalis. As espécies encontradas foram A. aureolatum, A. dubitatum, A. longirostre, A.
parkeri e H. juxtakochi. Não foi possível identificar a espécie de 23 exemplares do gênero
Amblyomma e 1 exemplar do gênero Ixodes.
A identificação morfológica direta pelo estágio imaturo foi possível para 51
carrapatos da espécie I. aragaoi e 64 carrapatos da espécie I. loricatus e apenas tês imaturos de
A. longirostre. Apenas carrapatos da espécie I. loricatus foram colhidos no estádio adulto.
Dados sobre o estádio parasitário e o método para a identificação dos carrapatos colhidos sobre
os animais silvestres estão representados nas tabelas 4, 5 e 7.
Vinte e um didelfídeos (44,6%) foram encontrados parasitados por 69
carrapatos, distribuídos nas seguintes espécies: I. loricatus (n=45), I. aragaoi (n=20), A.
dubitatum (n=3) e H. juxtakochi (n=1) (Anexo 1). Vinte e seis aves (34,2%) foram encontradas
parasitadas por 128 carrapatos, distribuídos nas seguintes espécies: A. longirostre (n=64), A.
aureolatum (n=32), A. parkeri (n=7) , Amblyomma sp (n=23), H. juxtakochi (n=1) e Ixodes sp
(n=1) (Anexo 2). Vinte e quatro roedores (19,8%) foram encontrados parasitados por 50
carrapatos, sendo I. aragaoi (n=31) e I. loricatus (n=19) (Anexo 3).
Apenas aves da ordem Passeriforme foram encontradas parasitadas por
carrapatos. A abundância média da infestação e a intensidade média de infestação estão
representadas na Tabela 7. A espécie A. aureolatum mostrou o maior valor para intensidade
média de parasitismo, já que todos os 32 exemplares desta espécie (29 larvas e 3 ninfas) foram
encontrados em apenas três indivíduos, todos da espécie Pyriglena leucoptera. Os pássaros
com maior ocorrência de parasitismo foram as seguintes espécies: X. fuscus (4/4 - 100%)
52
parasitados por A. longirostre e A. parkeri (IM= 3,25) e P. leucoptera (4/5 – 80%) parasitados
por A. aureolatum, A. longirostre e H. juxtakochi (IM=8,25).
Tabela 7 – Valores de abundância e intensidade médias para a infestação por sete espécies de
carrapatos nos diferentes grupos de hospedeiros capturados durante o estudo
Carrapato Abundância Média Intensidade Média
Didelfídeos Aves Roedores Didelfídeos Aves Roedores
A. aureolatum ~ 0,42 ~ ~ 10,60 ~
A. dubitatum 0,06 ~ ~ 1,50 ~ ~
A. longirostre ~ 0,84 ~ ~ 2,70 ~
A. parkeri ~ 0,09 ~ ~ 2,30
H. juxtakochi 0,02 0,01 ~ 1,00 1,00 ~
I. loricatus 0,97 ~ 0,15 3,20 ~ 1,70
I. aragaoi 0,43 ~ 0,25 3,33 ~ 2,20
TOTAL 1,50 1,68 0,41 3,20 4,90 2,08
Larvas de A. longirostre foram observadas parasitando aves entre os meses de
Abril e Setembro (Figura 14). Houve diferença estatística (p = 0,04) na distribuição do
encontro das larvas nas aves durante o ano, e não houve diferença entre os meses de abril e
setembro (p = 0,582), mostrando que o parasitismo em aves por larvas de A. longirostre está
estritamente relacionado a esses meses do ano. Apenas três ninfas de A. longirostre foram
encontradas parasitando as aves durante o ano, um relato em julho e dois em dezembro de
2005.
Houve diferença estatística com relação aos valores de abundância média de
carrapatos entre os estratos que as aves naturalmente infestadas por larvas de A. longirostre
utilizam como habitat (p= 0,03) (Figura 15). Um grupo estatisticamente semelhante foi
encontrado quando comparados apenas os estratos “sub-bosque/bosque”, “bosque/dossel” e
“dossel” (p = 0,07). Quando este grupo foi comparado com as aves que preferem o estrato
“sub-bosque”, estas últimas apresentaram significativamente (p = 0,029) menos carrapatos.
Quando comparado os dois estratos com maior número de capturas (“sub-bosque” x “sub-
bosque/Bosque”), o grupo “sub-bosque/Bosque” apresentou significativamente (p = 0,023)
maior abundância média de carrapatos.
De fato, 94% (57/61) das larvas de A. longirostre colhidas estavam parasitando aves
que preferem habitar a faixa vertical de mata entre o “sub-bosque/bosque” até o dossel,
enquanto que apenas 6% (4/61) das larvas colhidas estavam parasitando aves que preferem
53
habitar o sub-bosque da floresta. As três ninfas de A. longirostre colhidas estavam parasitando
aves que preferem os estratos de “sub-bosque/bosque” a “bosque/dossel”.
Apenas seis larvas e uma ninfa de A. parkeri foram colhidas sobre as aves
capturadas. Não foi possível determinar diferenças estatísticas para os variáveis estratos
verticais da floresta e meses de ocorrência, devido ao fato de que apenas três das 76 aves
estavam parasitadas por esta espécie de carrapato. As seis larvas de A. parkeri foram
encontradas parasitando aves, nos meses de julho e agosto, a ninfa foi encontrada no mês de
agosto. Embora a amostra seja pequena a ocorrência das larvas de A. parkeri também está
dentro do intervalo encontrado para as larvas de A. longirostre e as três aves encontradas
parasitadas são de espécies que preferem o estrato “sub-bosque/bosque”.
Larvas de A. aureolatum foram encontradas parasitando aves nos meses de
abril, maio e agosto. Não houve diferença estatística na distribuição dos carrapatos durante o
ano (p = 0,139). Como apenas três das 76 aves foram encontradas parasitadas, a amostra pode
não ser grande o suficiente para serem detectadas diferenças. No entanto, as larvas de A.
aureolatum foram encontradas dentro do mesmo intervalo de meses das larvas de A.
longirostre.
Houve diferença estatística quando os achados de larvas de A. aureolatum são
comparados com os grupos de estratos verticais de habitat das aves (p=0,011). Foi significante
que larvas desta espécie só tenham sido encontradas parasitando aves do sub-bosque. Apenas
três ninfas de A. aureolatum foram encontradas parasitando aves, nos meses de abril, maio e
agosto.
A presença de larvas de A. longirostre não mostrou relação com a espécie das
aves, já que quando os dados das aves que vivem entre o sub-bosque e o dossel da floresta
foram comparados, não houve diferença estatística (p = 0,251), uma vez que as larvas desta
espécie de carrapato foram encontradas em 10 das 20 espécies de ave que habitam estes
estratos verticais da floresta. Os mesmos resultados foram obtidos para as larvas de A. parkeri
(p = 0,629), ninfa de A. parkeri (p = 1) e ninfas de A. longirostre (p = 0,870). Quando o mesmo
tipo de comparação foi realizado para os estádios imaturos de A. aureolatum, foi observado que
houve diferença estatística entre as espécies de aves capturadas (p = 0,030). Isto se deveu ao
fato de todas as 29 larvas e três ninfas de A. aureolatum foram colhidas parasitando aves de
uma única espécie, P. leucoptera. Os dados demonstram que carrapatos imaturos da espécie A.
longirostre e A. parkeri tem preferência por aves que utilizam estratos mais altos da floresta
como habitat, independente da espécie da ave, enquanto que imaturos de A. aureolatum têm
54
preferência pela espécie P. leucoptera que habita os estratos mais baixos da floresta (Figura
16).
Duas outras espécies de carrapatos foram encontradas parasitando duas das aves
capturadas. Uma larva de Ixodes sp foi encontrada parasitando Trichothraupis melanops,
embora sua identificação tenha sido impossibilitada, pois a larva teve parte do rostro destruído
durante a colheita de material. Morfologicamente esta larva não se aproxima de I. aragaoi ou I.
loricatus. Uma larva de H. kuxtakochi foi encontrada em P. leucoptera. Este achado não foi
repetido para nenhuma outra espécie de ave, sendo apenas encontrado uma única outra larva
desta espécie em um didelfídeo da espécie D. aurita (dados abaixo).
deznovoutsetagojuljunmaiabrmarfevjan
mês
10,00
8,00
6,00
4,00
2,00
0,00
Larvas / ave
Figura 14 – Parasitismo de larvas de A. longirostre em aves durante o ano
de 2005
55
Terrestre/dosselDosselBosque/dosselSub-
bosque/bosque
Sub-bosqueTerrestre/sub-
bosque
estrato
10,00
8,00
6,00
4,00
2,00
0,00
Larvas / ave
Figura 15 – Parasitismo de larvas de A. longirostre em aves de acordo
com o estrato vertical da floresta
Figura 16 – Distribuição dos carrapatos de acordo com o estrato vertical da ave parasitada
0
10
20
30
40
50
60
Terrestre/Sub-
bosque
Sub-Bosque Bosque/Bub-
bosque
Dossel/Bosque Dossel Terrestre/Dossel
A
.parkeri
A
.aureolatum
A
.longirrostre
Total de carrapatos colhidos
Estrato Vertical
56
Quatro gêneros de didefídeos foram capturados. Apenas a espécie Gracilianus
microtarsus, com apenas um único exemplar capturado, não apresentou parasitismo por
carrapatos. Houve diferença estatística para o parasitismo de adultos de I. loricatus nas espécies
capturadas (p=0,001). Entre os didelfídeos, o estádio adulto desta espécie de carrapato somente
foi encontrada em Didelphis aurita, ao passo que as larvas de I. loricatus foram encontradas
parasitando apenas Monodelphis americana e Marmosops sp, mas com uma abundância baixa
de 0,5 e 0,25 larvas / animal, respectivamente, enquanto que ninfas desta espécie foram
encontradas em M. americana. O único didelfídeo encontrado parasitado por imaturos de I.
aragaoi foi a espécie M. americana, havendo diferença estatística entre esta espécie de
didelfídeo com as demais abordadas neste estudo em relação ao parasitismo por I. aragaoi (p =
0,015). Não houve diferenças estatísticas entre as espécies de carrapatos do gênero Ixodes em
didelfídeos e os meses do ano (P > 0,05), embora o pequeno número de amostras pode ter
influenciando esta análise.
Três larvas de A. dubitatum foram colhidas em D. aurita. Duas estavam em um
exemplar capturado em fevereiro e outra estava em outro exemplar capturado em outubro. Uma
larva de H. juxtakochi foi encontrada parasitando um gambá no mês de março, não havendo
repetição deste achado em nenhuma outra espécie de mamífero.
Oito espécies diferentes de roedores foram capturadas durante o estudo. Larvas
de I. aragaoi foram encontradas nos roedores sem apresentar diferenças estatísticas durante o
ano (p = 0,301). Apenas cinco ninfas de I. aragaoi foram colhidas durante o estudo, havendo
diferença estatística na distribuição do parasitismo por esses carrapatos durante o ano (p =
0,044). Ninfas foram encontradas nos meses de fevereiro, março, maio e agosto. Não houve
diferença estatística entre as espécies de roedores e o parasitismo por larvas de I. aragaoi (p =
0,158). Larvas deste carrapato foram encontradas em quatro das oito espécies de roedores
capturados. Também não houve diferença entre as espécies de roedores e o parasitismo por
ninfas desta espécie. Os cinco exemplares colhidos foram encontrados em quatro indivíduos de
roedores identificados com Akodon sp (3 carrapatos / 2 animais) e Oligorysomys sp (2/2).
Não houve diferença estatística entre o parasitismo por larvas (p = 0,405) ou
ninfas (p = 0,845) de carrapatos I. loricatus ao longo dos meses do ano. Larvas foram
encontradas parasitando os roedores nos meses de janeiro, março e dezembro. As ninfas foram
encontradas parasitando roedores nos meses de março, abril, maio, novembro e dezembro. Não
houve diferença estatística entre as espécies de roedores e o parasitismo por larvas de I.
loricatus (p = 0,154). Larvas deste carrapato foram encontradas em três das oito espécies de
57
roedores capturados. Também não houve diferença entre as espécies de roedores e o
parasitismo por ninfas desta espécie. As ninfas, assim como as larvas, foram encontradas
parasitando os roedores identificados como Akodon sp, Oligorysomys sp e Juliomys pictips.
Um único adulto macho de I. loricatus foi encontrado parasitando um roedor da espécie
J. pictips, sendo este o único achado de um adulto deste carrapato parasitando um hospedeiro
sem ser D. aurita.
4.3 PESQUISA DE INFECÇÃO POR RIQUÉTSIAS NOS CARRAPATOS
Dos 247 carrapatos colhidos, 223 foram processados pelas técnicas de biologia
molecular para detectar a presença de riquétsias. As espécies de carrapatos que tiveram o DNA
extraído e submetido ao teste foram: A. aureolatum (n = 32), A. dubitatum (n=2), A. longirostre
(n = 61), A. parkeri (n = 6), Amblyomma sp (n = 7), H. kuxtakochi (n = 2), I. aragaoi (n = 50) e
I. loricatus (n = 63). Destes, 67 carrapatos se mostraram positivos para a PCR com alvo no
fragmento de 147 pares de bases do gene gltA. Quando estas amostras foram submetidas a PCR
com alvo no fragmento de 401 pares de base, 37 amostras se confirmaram como positivas.
Destas, seis amostras também foram positivas para a PCR com alvo no gene ompA. Estas seis
amostras se mostraram positivas também para a PCR com alvo no gene ompB e gene
codificador da proteína 17 kDa. (Tabela 8). Todas as seis amostras positivas para o gene ompA
foram submetidas ao seqüenciamento genômico, assim como as 31 amostras positivas apenas
para o gene gltA. A reação de seqüenciamento foi bem sucedida para apenas duas das seis
amostras positivas para o gene ompA. As demais quatro amostras apresentaram cromatogramas
de baixa resolução e foram descartadas. As amostras seqüenciadas foram confrontadas com
amostras do GenBank e foram obtidos os seguintes valores de similaridade:
-Uma das amostras foi originada do carrapato A. longirostre no estádio de larva. A seqüência
apresentou 99,0% de similaridade (202/204) com a seqüência de Rickettsia sp – Cepa
ARANHA e 98.0% de similaridade (200/204) com a seqüência de R. amblyommii.
-A outra amostra seqüenciada com sucesso foi originária de um carrapato I. aragaoi no estádio
de larva e apresentou 94,0% de similaridade com uma bactéria endosimbionte do carrapato
Ixodes scapularis (116/123) e obteve similaridade de 93% (115/123) com as seqüências de
Rickettsia cooleyi e Rickettsia sp cepa - IRS3.
58
Dezenove das 31 amostras positivas para o gene gltA foram seqüenciadas com
sucesso. Destas, seis pertencentes à espécie I. loricatus (3 larvas, 1 ninfa e 2 fêmea), uma
pertencente à espécie I. aragaoi (ninfa) e uma pertencente a espécie A. longirostre (larva)
apresentaram consenso entre si e quando confrontadas com o GenBank o programa retornou
99,4% de similaridade com a bactéria R. bellii. (180/181). Outras nove amostras, todas obtidas
de carrapatos da espécie I. aragaoi (1 ninfa e 8 larvas) também apresentaram consenso entre si
e obtiveram 99,3% de similaridade (293/295) com Rickettsia sp – Cepas IRS3 e IRS4. Duas
amostras provenientes de carrapatos A. longirostre (VPS141-L2 e VPS141-L4) colhidos como
larvas na mesma ave mostraram um consenso que foi 99,3% similar a Rickettsia raoultii,
Rickettsia honei, R. rickettsii, R. conoori (318/320), 99,0% similar a R. parkeri e R.
amblyommii e R. sibirica (317/320). Esses resultados apontam para o encontro de três espécies
diferentes de riquétsias nos carrapatos colhidos no presente estudo.
Uma espécie muito próxima da Rickettsia sp – Cepa Aranha foi encontrada
infectando uma larva de A. longirostre (VPS161-L1). Este carrapato foi positivo para os quatro
genes testados. Duas outras larvas de A. longirostre se mostraram positivas apenas para o gene
gltA, no entanto o seqüenciamento deste gene mostrou que a riquétsia que infectava estas duas
larvas pertencia ao grupo da febre maculosa (SFG), mas devido ao baixo polimorfismo deste
gene, não foi possível definir com precisão a espécie de riquétsia, mas é muito provável que
seja a mesma espécie que infectava a larva VPS161-L1. Neste caso, seria esperado que o
material proveniente das duas larvas do animal VPS141 se mostrassem positivas à PCR para o
gene ompA, o que não ocorreu.
O mesmo foi observado para a espécie de riquétsia que infectava a larva de I.
aragaoi VPS032-L4, na qual foi possível amplificar pela PCR um fragmento do gene ompA.
Este fragmento se mostrou próximo de riquétsias encontradas em carrapatos do gênero Ixodes
na América do Norte e Europa. Outros nove carrapatos imaturos da espécie I. aragaoi se
mostraram positivos apenas para o gene gltA, no entanto o seqüenciamento deste gene mostrou
que a riquétsia que infectava estes nove carrapatos também é muito próxima das espécies que
infectam carrapatos do gênero Ixodes em outros locais. É muito provável que a espécie de
riquétsia encontrada nestes nove imaturos seja a mesma espécie que infectava a larva VPS032-
L4. Neste caso, seria esperado que o material proveniente das nove larvas se mostrasse positivo
à PCR para o gene ompA, o que não ocorreu. Assim, foi repetida a reação de PCR com alvo no
gene ompA para os nove exemplares da espécie I. aragaoi e para os dois exemplares da espécie
A. longirostre. Entre os nove exemplares de I. aragaoi que haviam previamente se mostrado
negativos, cinco foram considerados positivos em uma segunda repetição da reação, ao passo
59
que ambos exemplares de A. longirostre que se mostraram previamente negativos, foram
considerados positivos em uma segunda repetição da reação.
O gene ompA apresenta alto polimorfismo, pois codifica uma proteína de
membrana de alta variabilidade entre as espécies de riquétsias (REGNERY; SPRUILL;
PLIKAYTIS, 1991). É provável que devido a este fato, os oligonucleotídeos iniciadores sejam
menos sensíveis e não consigam detectar riquétsias em baixas concentrações. A terceira espécie
de riquéstsia detectada foi R. bellii em I. aragaoi, I. loricatus e A. longirostre. Portanto nenhum
carrapato colhido sobre os animais silvestre capturados durante o estudo foi detectado infectado
pela bactéria R. rickettsii.
Tabela 8 – Resultado da PCR e seqüenciamento realizados individualmente para os carrapatos
objetivando diversos genes presentes em Rickettsia spp. Em azul estão marcados os
genes submetidos ao seqüenciamento e em vermelho os resultados confirmados com
a repetição da reação. (L= larva, N = ninfa, M = macho e F = fêmea, P = positivo e
N = negativo)
Animal Carrapato Espécie gltA (401)
ompA ompB
htrA
Similaridade
VPS 044 M1
I. loricatus P
N ~ ~
VPS 030 L1
I. loricatus P
N ~ ~
99,4%
R. bellii
VPS 030 L3
I. loricatus P
N ~ ~
99,4%
R. bellii
VPS 030 L4
I. loricatus P
N ~ ~
99,4%
R. bellii
VPS 039 F2
I. loricatus P
N ~ ~
99,4%
R. bellii
VPS 189 N1
I. loricatus P
N ~ ~
99,4%
R. bellii
VPS 200 F3
I. loricatus P
N ~ ~
99,4%
R. bellii
VPS 092 N1
I. aragaoi P
N ~ ~
99,4%
R. bellii
VPS 020 L2
I. loricatus P
N ~ ~
VPS 063 N1
I. loricatus P
N ~ ~
VPS 219 N8
I. loricatus P
N ~ ~
VPS 229 L1
I. loricatus P
N ~ ~
VPS 032 L4
I. aragaoi P P P P
94,0%
endosimbionte do
carrapato Ixodes
sacapularis
VPS 065 L1
I. aragaoi P P P P
VPS 091 L1
I. aragaoi P
N ~ ~
VPS 100 L2
I. aragaoi P
N ~ ~
VPS 032 L1
I. aragaoi P
N ~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
60
VPS 033 N1
I. aragaoi P
N ~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
VPS 065 N1
I. aragaoi P
N ~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
VPS 067 L1
I. aragaoi P P
~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
VPS 092 L1
I. aragaoi P P
~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
VPS 092 L2
I. aragaoi P P
~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
VPS 101 L1
I. aragaoi P P
~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
VPS 105 L1
I. aragaoi P P
~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
VPS 237 L4
I. aragaoi P
N ~ ~
99,3%
Rickettsia sp –
Cepas IRS3 e IRS4
VPS 042 N1
I. aragaoi P
N ~ ~
VPS 142 L2
Amblyomma
sp
P
N ~ ~
VPS 161 L1
A. longirostre P P P P
99,0%
Rickettsia sp – Cepa
ARANHA
VPS 163 L1
A. longirostre P P P P
VPS 169 L1
A. longirostre P P P P
VPS 170 L2
A. longirostre P P P P
VPS 141 L4
A. longirostre P P
~ ~
Diversas
Ver texto
VPS 113 L1
A. longirostre P
N ~ ~
VPS 141 L1
A. longirostre P
N ~ ~
99,4%
R. bellii
VPS 141 L2
A. longirostre P P
~ ~
Diversas
Ver texto
VPS 186 L1
A. longirostre P
N ~ ~
VPS 141 L5
A. longirostre P
N ~ ~
4.4 ISOLAMENTO E DETECÇÃO DE RIQUÉTSIAS EM TECIDOS DE ANIMAIS
SILVESTRES
Foram armazenados e processados em laboratório, o baço de 227 animais.
Destes, o material genético extraído de 24 indivíduos se mostrou positivo para a PCR com alvo
em um fragmento de 147 pares de base do gene gltA de riquétsia. No entanto, os mesmos 24
animais, quando submetidos a PCR com alvo em um fragmento de 401 pares de bases do gene
gltA e a PCR com alvo em um fragmento do gene ompA, se mostraram negativos. Como a PCR
para o fragmento de 147 pares é considerado uma técnica de triagem, e a para o fragmento de
401 pares como técnica confirmatória, não foi possível confirmar a infecção por Rickettsia em
61
nenhum animal. Estes dados corroboram os achados pela técnica de isolamento. As cobaias
inoculadas com fragmentos de baços dos animais silvestres capturados durante o estudo
tiveram a temperatura corporal monitorada diariamente. Apenas em dois casos houve
hipertermia por mais de três dias consecutivos. Duas cobaias inoculadas com o material de
um roedor da espécie Akodon sp (VPS 019) apresentaram temperaturas superiores a 39,9º C por
três dias, culminado na morte de ambos os animais após 10 dias da inoculação. O quadro
mórbido e causa mortis das cobaias não foi confirmado como riquetsiose, pois além dos
animais não apresentarem quadro clínico característico com edema e necrose de extremidades e
escroto, o fragmento do baço proveniente do roedor silvestre capturado se mostrou negativo
para a presença de riquétsias quando submetido à PCR, assim como o baço de uma das cobaias
que evoluíram para o óbito. Não foi possível determinar a causa mortis das cobaias.
Em outra situação, uma das duas cobaias inoculadas com fragmentos de baço
provenientes de cinco aves da espécie L. verreaux apresentou hipertermia durante quatro dias
que evoluiu espontaneamente para a normalidade após este período. Como o quadro mórbido
não foi compatível com o causado pela bactéria R. rickettsii e nenhuma das aves se mostrou
infectada por riquétsias na PCR, o material foi considerado negativo. Portanto nenhum dos
animais testados foi considerado naturalmente infectado pela bactéria R. rickettsii.
4.5 PESQUISA DE CARRAPATOS EM CÃES
Em todas campanhas mensais, foi encontrado pelo menos um cão naturalmente
infestado por adultos de A. aureolatum, provando que este carrapato esteve presente na área do
estudo durante todo o período de capturas de animais silvestres.
62
5 DISCUSSÃO
Durante o estudo foram capturados 243 animais silvestres de diversas espécies.
Foram identificadas, parasitando estes animais, três espécies de carrapatos do gênero Ixodes.
Dos espécimens de I. loricatus, 45 foram encontrados parasitando didelfídeos e 19 estavam
parasitando roedores. Foi à única espécie de carrapatos capturada no estudo no estádio adulto.
Com exceção de um exemplar colhido de roedor, todos os carrapatos adultos desta espécie
estavam parasitando gambás (D. aurita), o que é esperado uma vez que o gambá (D. aurita) é o
hospedeiro primário da fase adulta deste carrapato (SCHUMAKER et al.,. 2000). Um exemplar
macho de I. loricatus foi encontrado parasitando um roedor da espécie J. pictps, tratando-se
provavelmente de um parasitismo acidental já que esta espécie de roedor não é considera um
hospedeiro preferencial para a fase adulta deste carrapato.
Em contraste, nenhum imaturo desta espécie foi encontrado parasitando o
gambá, mas foram colhidos em outras espécies de pequenos didelfídeos, como Marmosops sp e
Monodelphis americana. Parece que os imaturos têm uma menor especificidade parasitária do
que os adultos, pois também foram encontrados em três espécies de roedores, Akodon sp, J.
pictips e Oligorysomys sp. Os resultados encontrados estão de acordo com a literatua, que
estabelece Didelphis spp como hospedeiros primários para adultos de I. loricatus, e pequenos
marsupiais e roedores como hospedeiros para os estágios imaturos (SCHUMAKER et al.,
2000; MARQUES et al., 2004).
A espécie I. aragaoi foi encontrada parasitando apenas mamíferos. Os estádios
imaturos deste carrapato estão relacionados ao parasitismo de roedores, enquanto que o estádio
adulto tem sido descrito parasitando de mamíferos da ordem Artiodactyla, principalmente do
gênero Mazama (ARAGÃO E FONSECA, 1961). Este estudo corrobora os dados da literatura,
pois os 31 exemplares desta espécie foram encontrados parasitando quatro espécies diferentes
de roedores.
Uma larva de Ixodes sp colhida de ave não pôde ser identificada
morfologicamente, devido ao fato do espécime ter fraturado parte do rostro durante a retirada
da pele da ave. No entanto, esta larva de Ixodes sp não foi similar às duas outras espécies deste
gênero encontradas neste estudo, e possivelmente, pertença à espécie Ixodes auritulus, que é
um carrapato que utiliza aves como hospedeiros primários. Arzua et al. (2003) relata o
63
parasitismo por I. auritulus em Turdus rufiventris e Synallaxis ruficapilla. O exemplar
capturado neste estudo estava parasitando uma ave da espécie Trichothraupis melanops.
Dois exemplares de larvas da espécie H. juxtakochi foram colhidos durante o
experimento. Uma das larvas foi colhida parasitando P. leucoptera. O parasitismo de H.
juxtakochi em aves já havia sido relatado, assim como a preferência da fase adulta deste
carrapato por mamíferos do gênero Mazama (GUGLIELMONE; MANGOLD; AUFRANC,
1992). Venzal et al. (2005) atribuiu a espécie Turdus rufiventris a maior importância como
hospedeiros das fases imaturas, sendo que o relato feito no estudo em Taiaçupeba foi o
primeiro para esta espécie de carrapato parasitando uma ave da espécie P. leucoptera. Outra
larva da espécie H. juxtakochi foi encontrada parasitando um gambá, mostrando que esta
espécie de carrapato pode parasitar aves e mamíferos no estádio de larva.
Foram colhidos três exemplares da espécie A. dubitatum no estádio larval
parasitando D. aurita. Acreditava-se que esta espécie de carrapato era específica de capivaras
(hospedeiro primário), muito embora um trabalho recente reportou imaturos de A. dubitatum
em outras espécies animais, incluindo mamíferos e aves (LABRUNA; PINTER; TEIXEIRA,
2004). Esta espécie de carrapato já foi encontrada parasitada por riquétsias do grupo da febre
maculosa (LABRUNA et al., 2004a; LEMOS et al., 1996), embora nunca tenha sido apontada
com vetor da R. rickettsii. Foi a única espécie de Amblyomma encontrada sobre os mamíferos
capturados.
As espécies A. longirostre, A. aureoaltum e A. parkeri foram encontradas apenas
sobre as aves. A. parkeri é uma espécie rara, existindo apenas poucos relatos do estágio adulto
sobre ouricho-cacheiro (Coendou sp) no estado de São Paulo (ARAGÃO; FONSECA, 1961).
Este estudo traz os primeiros relatos do estádio de larva deste carrapato, que foi encontrado
sobre as aves Xiphorhynchus fuscus, Chiroxiphia caudata e Dysithamnus mentalis, assim como
a infestação mista de imaturos desta espécie de carrapato com a espécie A. longirostre.
Por sua vez, A. longirostre tem sido relatado, nas fases larval e ninfal, em
diversas espécies de aves (VENZAL et al.,. 2005) e sabe-se que o principal hospedeiro
primário para a fase adulta é o ouriço-caheiro. Este estudo reporta o parasitismo de 61 larvas e
três ninfas desta espécie de carrapato, em 10 espécies diferentes de aves. Houve uma diferença
estatística na abundância deste parasita durante o ano. As larvas foram encontradas apenas
entre os meses de abril e setembro, com a picos de infestação nos meses de junho e julho.
Como esses dados representam apenas um ano de coleta, não há como afirmar se foi um
comportamento normal ou atípico. No entanto, vale salientar que esses meses de maior
ocorrência de imaturos de A. longirostre coincidem com o padrão sazonal de A. cajennense na
64
região Sudeste, onde A. cajennense completa apenas uma geração por ano (Labruna et al.,
2005b).
Houve uma diferença significante entre os estratos verticais que as aves utilizam
como habitat na floresta e o parasitismo por larvas de A. longirostre. A quase totalidade deste
carrapato foi encontrada em aves que utilizam preferencialmente os estratos entre o bosque e o
dossel da mata, independentemente da espécie de ave. Isto mostra que A. longirostre tem maior
especificidade pelo habitat do que pela espécie de hospedeiro. O ciclo de vida deste carrapato
na natureza é desconhecido, mas estes dados sugerem que a infestação das aves pelos
carrapatos possa ocorrer em estratos verticais distantes do solo. Sabe-se que o hospedeiro da
fase adulta deste carrapato (ouriço-caheiro) é um animal arborícola. Desta forma, talvez todo o
ciclo de vida ocorra entre os estratos de bosque e dossel. Mais pesquisas se mostram
necessárias para o melhor entendimento do ciclo biológico desta espécie de carrapato.
Com relatos em apenas uma espécie de ave (P. leucoptera), foram colhidas 32
imaturos da espécie A. aureolatum, com uma abundância média de 0,42 carrapatos por ave e
uma intensidade média de parasitismo de 10,6 carrapatos por ave. Esses resultados sugerem
que os imaturos de A. aureolatum parecem ter uma marcante preferência por esta espécie de
ave, pelo menos na área do estudo no distrito de Taiçupeba. Embora não tenha havido amostras
suficiente para determinar se há ou não sazonalidade do parasitismo de imaturos de A.
aureolatum em aves, as três aves parasitadas foram capturadas nos meses de abril, maio e
agosto, sendo que duas outras aves desta espécie foram capturadas nos meses de fevereiro e
novembro, porém livres de carrapatos A. aureolatum. Estes dados estão de acordo com os
encontrados por Arzua et al. (2003), que desenvolveram um estudo de dois anos capturando
aves em um fragmento de mata e demonstraram a sazonalidade dos imaturos de A. aureolatum
ocorrendo nas estações de outono e inverno.
Este estudo registra os primeiros relatos de parasitismo por A. aureolatum em P.
leucoptera. Rojas et al. (1999), durante um estudo no estado de Minas Gerais, capturaram
quatro aves da espécie P. leucoptera, sendo que duas estavam parasitadas por quatro carrapatos
imaturos classificados pelos autores como A. cajennense. No entanto, a técnica utilizada pelos
autores para a identificação dos ácaros foi exclusivamente morfológica, comparando os
carrapatos colhidos com a descrição das fases imaturas do carrapato A. cajennense. Uma vez
que as fases imaturas do carrapato A. aureolatum não foram descritas na literatura, portanto,
não puderam ter sido comparadas com os carrapatos colhidos nas aves, não é possível excluir
uma provável identificação equivocada.
65
Arzua et al. (2003) conduziram um estudo no Reinhard Maack Park (78 ha)
localizado dentro do município de Curitiba, PA e capturaram 876 pássaros, dos quais 260
pertenciam à espécie T. rufiventris e 11 pertenciam à espécie Troglodytes aedon. Foram
encontrados parasitados por larvas de A. aureolatum, 75 T. rufiventris e sete T. aedon, sendo
que nenhuma ave da espécie P. leucoptera foi capturada.
Nenhum exemplar de T. aedon foi capturado durante o estudo nos fragmentos de
mata em Taiaçupeba e apenas um exemplar de T. rufiventris foi capturado. É provável que A.
aureolatum não tenha preferência por espécies de aves, mas por um grupo de aves que tenha o
comportamento de freqüentar o solo. P. leucoptera exibe um comportamento de revirar o
folhiço no solo da floresta a procura de insetos, o que coloca esta espécie em estreito contato
com o local onde supostamente estariam as larvas de carrapatos. Em locais mais degradados
onde P. leucoptera não ocorre e onde aves como o T. rufiventris são beneficiadas, estas devem
desempenhar o papel de hospedeiro para os imaturos de A. aureolatum. Sabe-se que T.
rufiventris e T. aedon são aves que freqüentemente visitam o solo e podem habitar o interior de
áreas de mata ou bordas arbustivas (DOS-ANJOS, 1990), assim como P. leucoptera (RIDLEY;
TUDOR, 1994).
O comportamento do hospedeiro vertebrado é um fenômeno imprescindível para
o contato carrapato-hospedeiro e para o sucesso de uma espécie de carrapatos. Este fenômeno
pode ser dividido em duas fases. A fase de sobrevivência e a fase do encontro com o
hospedeiro (FLOYD, 1987). A fase de sobrevivência é regulada principalmente por fatores
abióticos, enquanto que a fase de encontro está relacionada à densidade de hospedeiros, o
estado energético do carrapato e a eficiência em se aderir ao hospedeiro. As estratégias de
contato entre carrapatos e hospedeiros podem ser classificadas em três maneiras: (i) A busca
ativa (active hunting), determinada por rápidos deslocamentos periódicos dos locais de abrigos
na direção de um hospedeiro que está por perto; (ii) O comportamento nidícola (nest wainting),
comportamento de carrapatos que tem todo o ciclo ou parte dele desenvolvido no ninho do
hospedeiro; (iii) o comportamento de tocaia (ambushing), no qual carrapatos aguardam a
passagem de um animal em um ponto de vantagem na vegetação (CROOKS; RANDOLPH,
2006). Apenas a estratégia de busca ativa requer deslocamento horizontal dos carrapatos,
enquanto que o deslocamento vertical pode ser visto nas estratégias de comportamento de
tocaia (ex.: larvas de Amblyomma cajennense) e no comportamento nidícola (ex.: adultos de
Rhipicephalus sanguineus). A estratégia de tocaia é a que apresenta maior taxa de perda
hídrica, pois os carrapatos se deslocam verticalmente na vegetação e se distanciam do
microclima do solo onde a umidade relativa do ar é alta o suficiente para possibilitar a
66
reposição hídrica dos ácaros. Isto faz com que os carrapatos tenham que voltar ao solo
repetidamente, o que ocasiona maior gasto energético (KNULLE; RUDOLPH, 1982).
A maioria das espécies de carrapatos, principalmente nos estádios imaturos, não
apresenta padrão significante de dispersão horizontal, assim dependem totalmente do
hospedeiro para que ocorra o encontro e o parasitismo. Para o carrapato Amblyomma
hebraeum, o movimento dos hospedeiros é um fator crítico para o encontro hospedeiro-
carrapato (RECHAV, 1978). O padrão de uso do habitat pelo roedor Peromyscus leucopus é o
determinante primário do encontro com o carrapato Dermacentor variabilis (SONENSHINE;
STOUT, 1968), assim como os padrões de deslocamento de ovelhas são cruciais para o
encontro destas com o carrapato Ixodes ricinus (RANDOLPH; STEELE, 1985). No entanto,
para algumas espécies de carrapatos, sob certas circunstâncias, o deslocamento horizontal pode
ocorrer. Carroll e Schmidtmann (1996) mostraram que larvas de Ixodes scapularis, um
carrapato diminuto, podem se deslocar horizontalmente na vegetação até 3 m do ponto de
eclosão dos ovos, em condições naturais. Crooks e Randolph (2006) mostraram que carrapatos
da espécie I. ricinus podem se deslocar horizontalmente e que este deslocamento não é
randômico, e sim direcionado a alguns estímulos. Carrapatos desidratados são atraídos por
áreas de maior umidade relativa do ar e podem se deslocar em sentido a um gradiente de
saturação hídrica. Esta espécie de carrapato também pode se deslocar se estimulada com odores
inerentes aos hospedeiros, mas somente se a umidade do ar estiver em altas concentrações.
Carrapatos em déficit energético têm uma menor chance de se deslocarem.
Não há estudos que definam qual é a estratégia de deslocamento das larvas de A.
aureolatum. Sabe-se que larvas de A. aureolatum necessitam de umidade relativa do ar muito
alta para sobreviver (>95,0%) (PINTER et al., 2004), isto mostra que as larvas desta espécie
não apresentam eficientes mecanismos de retenção/reabsorção hídrica, o que evolutivamente
pode significar que as larvas desenvolveram o comportamento de não abandonar o microclima
oferecido pelo folhiço da floresta, mostrando que a estratégia de deslocamento vertical na
vegetação, como ocorre para A. cajennense poderia ser fatal aos imaturos de A. aureolatum. É
provável que as larvas se desloquem horizontalmente no solo e se espalhem pelo folhiço da
mata, nos primeiros dias após a eclosão, pois as reservas energéticas então perto do máximo.
Esta hipótese se apóia nos achados de parasitismo em P. leucoptera. Entre os
cinco exemplares capturados desta ave, três estavam parasitados por A. aureolatum e a
intensidade média de parasitismo para as larvas foi de 9,6 larvas por ave. Se as larvas de A.
aureolatum mantivessem o comportamento gregário e deslocamento vertical como ocorre para
A. cajennense, seria esperado encontrar as aves parasitadas por centenas de carrapatos, uma vez
67
que a ave entraria em contato com praticamente todas as larvas provenientes de uma postura
(~10.000 larvas). O fato de terem sido encontradas aves com intensidade parasitária máxima de
19 larvas mostra que após a eclosão é provável que as larvas se distribuam radialmente pelo
folhiço. Como ocorre para I. ricinus, talvez as larvas sejam atraídas por sinais dos hospedeiros
e áreas com maior umidade relativa do ar. Quanto maior for a capacidade de deslocamento das
larvas no folhiço maior será a área ocupada pelos carrapatos em uma progressão exponencial
quadrática. Se larvas de A. aureolatum tiverem capacidade para se movimentar pelo folhiço em
uma distribuição radial de aproximadamente dois metros do local da eclosão, a área de
cobertura das larvas passará de iniciais poucos centímetros para 12,5 m
2
, com isto a densidade
de larvas passará a ser aproximadamente 760 larvas por m
2
, ou 7,6 larvas a cada 10 cm
2
,
considerando uma postura de 10.000 ovos e 95% de eclosão.
É provável que P. leucoptera adquira os carrapatos durante o processo de revirar
o folhiço da floresta a procura de insetos para sua alimentação, como a densidade seria de
poucas larvas por dm
2
, a intensidade parasitária máxima esperada é baixa. Resultados
semelhantes ao presente estudo foram encontrados por Arzua et al. (2004) e Venzal et al
(2005), que determinaram a intensidade parasitária média em T. rufiventris em 3,7 e 1,25
larvas/ave, respectivamente.
A ave P. leucoptera deve representar outro importante papel no ciclo biológico
do carrapato A. aureolatum. Esta ave pode fazer a dispersão da espécie carreando larvas e
ninfas entre os fragmentos de mata.
Dario et al. (2002) observaram a presença de P. leucoptera em um fragmento de
Mata Atlântica de apenas quatro ha que se situava contíguo a um fragmento maior de 47ha,
formando um corredor de mata estrutural. Dos-Anjos (2001) mostrou que a abundância relativa
de P. leucoptera foi maior em fragmentos de mata menores, enquanto que em um fragmento de
70 ha a abundância relativa foi de 0,52, e em um fragmento de 26 ha a abundância relativa foi
de 0,9, mostrando que esta espécie de Passeriforme tem boa capacidade de adaptação à
fragmentação da mata. O autor sugeriu que P. leucoptera faça uso de corredores ecológicos
entre os fragmentos, o que possibilitaria seu encontro em fragmentos menores. Uezo, Metzger e
Vielliard (2005) mostraram que P. leucoptera pode utilizar áreas de mata secundária como
corredores estruturais e funcionais de deslocamento e em alguns casos pode inclusive se
movimentar em áreas abertas, utilizando-as como corredores funcionais, com relatos de até 60
metros de distância. Também relataram que P. leucoptera pode povoar fragmentos tão
pequenos quanto 14 ha e que a diminuição da abundância desta ave está mais relacionada ao
isolamento da área do que ao tamanho.
68
Com base nesta capacidade de P. leucoptera em usar corredores e mesmo de se
deslocar em áreas abertas por pequenas distâncias, está proposto na Figura 17 os possíveis
corredores funcionais para esta espécie de ave no local de estudo. Este comportamento deve ser
muito importante, pois aves podem carrear carrapatos infectados com R. rickettsii, o que
disseminaria o agente etiológico da Febre Maculosa Brasileira entre os fragmentos de mata da
região. Quando há a fragmentação de uma floresta, aves insetívoras e leves são mais resistentes
às mudanças ambientais (UEZO; METZGER; VIELLIARD, 2005).
Os resultados de captura para P. leucoptera em Taiaçupeba mostraram uma
densidade de 0,12 aves por ha. Como apenas parte da população foi acessada, a densidade desta
espécie de ave encontrada nos fragmentos estudados deve estar subestimada. Duca, Guerra e
Marini (2006) estudaram o território mínimo ocupado por aves desta espécie e obtiveram a
marca de 0,2 pares de ave/ha, enquanto que Willis e Oniki (2001) concluíram que o território
seria de 0,3 pares de ave/ha. Estes dados, aplicados a região deste estudo, mostram que os dois
fragmentos de mata em Taiaçupeba podem suportar cerca de 24 aves da espécie P. leucoptera.
Não é possível afirmar se esta população seria suficiente para manter a população de A.
aureolatum na região.
Em estudos de laboratório, Pinter at al. (2004) mostraram que imaturos de A.
aureoaltum foram incapazes de se alimentar com sucesso em redores das espécies Calomys
callosus e Rattus norvegicus, no entanto se alimentaram eficientemente em roedores da espécie
Cavia aperea porcellus.
Durante os 12 meses de estudo, nenhum dos 121 roedores capturados estava
parasitado por imaturos de A. aureolatum. Este relato mostra que os resultados de laboratório
podem ser projetados para situações reais, o que excluiria os roedores da família Cricetidae na
qual se inclui a subfamília Sigmodontinae (onde estão agrupadas as espécies de ratos e
camundongos da América do Sul) do grupo de possíveis hospedeiros para esta espécie de
carrapato.
69
Figura 17 – Área de estudo em Taiaçupeba com referencia aos prováveis
corredores funcionais (linha branca pontilhada) utilizados por
alguns Passeriformes
70
O fato de que imaturos de A. aureolatum se alimentaram com sucesso em
cabaias de laboratório poderia apontar que Cavia aperea aperea (preá) poderia ser um
importante hospedeiro deste carrapato na natureza. Durante o estudo em Taiaçupeba nenhum
exemplar de C. aperea foi capturado, provavelmente, porque a armadilha pitfall com baldes de
35 l não é a melhor metodologia para captura desta espécie de mamífero. No entanto, esta
espécie de roedor ocupa um nicho ecológico bem distinto do ocupado por A. aureolatum. Preás
habitam áreas abertas compostas por gramíneas onde fazem túneis para o deslocamento sob a
vegetação dentro de uma área bem delimitada, uma vez que estes animais não forrageiam em
locais distantes de seu abrigo (CASSINE; GALANTE, 1992), enquanto que A. aureolatum
necessita da alta umidade e temperaturas mais amenas, encontradas dentro da área de mata.
A interação parasita-hospedeiro pode ser classificada em dois fenômenos, sendo
aqueles dependentes do parasita e aqueles dependentes do hospedeiro. A especificidade
parasitária, aspectos biológicos, sazonalidade e oportunismo são exemplos de fatores ligados ao
parasita, enquanto que como exemplos de fatores ligados ao hospedeiro, podem ser citados a
densidade animal, área de ocupação, ciclos de atividade, padrões de comportamento no uso do
ambiente, idade, sexo, tamanho, peso, estado nutricional e a habilidade de adquirir imunidade
protetora ao carrapato (BARNARD, 1975). Pode-se concluir que embora exista uma afinidade
biológica entre o carrapato A. aureolatum e roedores do gênero Cavia, em condições naturais a
área de ocupação destes roedores pode impossibilitar o encontro entre hospedeiro e carrapato.
Fonsceca (1935) relata o parasitismo de ninfas e larvas de A. aureolatum
no roedor Euryzygomatomys spinosus, fato também observado em um roedor desta espécie
capturado na cidade de Biritiba-Mirim em 2002, local muito próximo a Taiaçupeba, onde um
exemplar de E. spinosus estava parasitado por uma ninfa de A. aureolatum (LABRUNA,
comunicação pessoal). Guglielmone et al. (2003) relataram o parasitismo de larvas de A.
aureolatum no roedor Ctenomys sp na Argentina.
Nenhum exemplar da espécie E. spinosus foi capturado neste estudo. Embora
não seja possível afirmar que esta espécie não ocorra nos fragmentos de mata em Taiaçupeba.
Os relatos de parasitismo por imaturos de A. aureolatum nesta espécie de roedor, assim como
em Ctenomys spp, e o fato de que estas espécies de roedores formam um grupo monofilético
pertencendo à sub-ordem Hystricognathi, juntamente com os cavídeos (Figura 18), podem
sugerir que a susceptibilidade de C. aperea porcellus aos imaturos de A. aureolatum seja uma
característica biológica inerente a esta sub-ordem, e que em condições naturais, apenas os
roedores deste grupo que freqüentem o mesmo habitat do carrapato A. aureolatum têm
potencial para desempenhar o papel de hospedeiro primário.
71
O carrapato da América do Norte, Ixodes pacificus, pode, em condições de
laboratório, se alimentar com a mesma eficiência em roedores e lagartos, mas em condições
naturais, roedores são raramente capturados parasitados enquanto que freqüentemente imaturos
desta espécie de carrapato são encontrados sobre lagartos. A hipótese mais provável é que
características inerentes ao comportamento de lagartos e roedores facilitem ou dificultem o
encontro entre parasita e hospedeiro (LANE; KLEINJAN; SHOELER, 1995). Assim como o
exemplo de I. pacificus, é provável que as fases imaturas de A. aureolatum sejam capazes de
parasitar ambos aves e roedores histricognateos, dependendo das condições ambientais para o
encontro parasita-hospedeiro.
Nenhum dos 46 didelfídeos capturados estava parasitado por A. aureolatum e dados da
literatura não indicam nenhum relato de parasitismo por imaturos desta espécie de carrapato em
didelfídeos (GUGLIELMONE et al., 2003). É possível concluir que os animais
Figura 18 - Esquema da classificação taxonômica de alguns gênero de roedores da
América do Sul (fonte: NCBI – Taxonomy Browser)
RODENTIA
Ordem:
Sub-Ordem:
Sciurognathi
Hystricognathi
Família:
Cricetidae
Echimyidae
Ctenomyidae
Caviidae
Euryzygomatomys
Ctenomys
Cavia
Akodon, Bibimes,
Brucepattersonius,
Oligoryzomys, Holochilus,
Juliomys, Nectomys,
Oligorysomys
Gênero:
72
silvestres que mantêm a população de imaturos do carrapato A. aureolatum no local estudado
sejam espécies de aves que habitam o sub-bosque e que se alimentem no folhiço da mata, com
especial atenção à família Thamnophilidae e de roedores da sub-ordem Hystricognathi que
utilizam o interior da mata como habitat. Os roedores da família Cricetidae e os didelfídeos
devem ser excluídos do grupo de potenciais hospedeiros primários para as fases imaturas de A.
aureolatum, pelo menos no Distrito de Taiaçupeba, local do presente estudo.
Entre os carrapatos colhidos sobre os animais, 223 exemplares foram
testados para a presença de riquétsias pela técnica de PCR. Trinta e sete carrapatos se
mostraram positivos. O seqüenciamento genético demonstrou a provável presença de três
espécies de riquétsias. Em carrapatos I. aragaoi foi encontrada uma espécie de riquétsia
próxima de outras espécies descritas infectando carrapatos deste gênero na América do Norte e
Europa. O resultado do seqüenciamento do fragmento do gene gltA indica similaridade de
99,3% com Rickettsia sp – Cepas IR3 e IR4 descritas por Sekeyová et al. (2000) na Eslováquia
infectando I. ricinus. Estas duas cepas foram um grupo filogeneticamente distinto das demais
espécies de riquéttsias do grupo da febre maculosa. O seqüenciamento de um fragmento do
gene ompA de um dos carrapatos I. aragaoi obteve 94% de similaridade com uma riquétsia
considerada simbionte do carrapato I. scapularis descrita por Weller et al. (1998) e 93 % de
similaridade com as espécies Rickettsia sp – Cepa IRS3 e R. cooleyi descrita por Billings et al.
(1998) em carrapatos da espécie I. scapularis. Os resultados não permitem determinar se esta
Rickettsia sp encontrada em I. aragaoi é de fato uma das espécies de riquétsia já descritas ou se
trata de um novo genótipo ou mesmo uma nova espécie. No entanto, fica claro que faz parte de
um genogrupo de riquétsias encontradas em carrapatos do gênero Ixodes.
Mais estudos mostram-se necessários para a correta classificação desta bactéria
encontrada em I. aragaoi, mas aparentemente se trata de um novo registro de uma espécie de
riquétsia na América do Sul. Este achado recebe especial atenção uma vez que o carrapato I.
aragaoi é filogenticamente próximo dos carrapatos I. scapularis e I. ricinus (todos pertencem
ao complexo ricinus) e a melhor caracterização desta espécie de riquétsia pode ser um
importante ponto no melhor entendimento da biogeografia das bactérias do gênero Rickettsia.
Em carrapatos A. longirostre foi encontrada uma espécie de riquétsia com a
seqüência de uma fragmento do gene ompA apresentando 99,0% de similaridade à seqüência de
Rickettsia sp – Cepa ARANHA descrita por Labruna et al. (2004b). Em outras duas larvas da
mesma espécie de carrapato foram seqüenciados fragmentos do gene gltA e foram obtidos
similaridades entre 90% e 93% com diversas espécies de riquétsia do grupo de febre maculosa.
O valor de similaridade esperado para estes genes deve ser próximo de 100%, pois se trata de
73
gene codificador de uma proteína utilizada na respiração celular da bactéria, portanto apresenta
baixo polimorfismo genético (ROUX et al., 1997). Os baixos valores encontrados podem estar
relacionados a problemas na metodologia de seqüenciamento genômico e baixa qualidade dos
cromatogramas gerados para a análise.
A Rickettsia sp – Cepa ARANHA foi diagnostica infectando carrapatos A.
longirostre no Estado de Rondônia. Esta cepa de riquétsia é filogenéticamente próxima a R.
amblyommii. Atualmente ainda não é possível dizer se a Cepa ARANHA é uma nova espécie
de riquétsia ou se é uma variação genotípica da R. amblyommii (LABRUNA et al.,. 2004b).
Outras três larvas de A. longirostre se mostraram positivas para o genes ompA,
ompB e 17kDa, o que significa que também estavam infectadas por uma riquétsia do grupo da
febre maculosa, embora não seja possível determinar a espécie. Uma larva de A. longirostre
que se mostrou positiva apenas para a PCR com alvo no gene gltA teve o fragmtento
amplificado e seqüenciado com 99,4% de similaridade com R. bellii. Esta espécie de riquétsia
também foi encontrada em um exemplar de I. aragaoi e em seis amostras de I. loricatus.
No Brasil, a bactéria R. bellii já foi diagnosticada infectando diversas espécies
de carrapatos, como: A. scalpturatum, Amblyomma ovale, Amblyomma rotundatum,
Amblyomma oblongoguttatum, Amblyomma humerale (LABRUNA et al.,. 2004c), A.
dubitatum, (LABRUNA et al.,. 2004a) e H. juxtakochi (LABRUNA et al., 2007). Na área do
estudo em Taiaçupeba, a bactéria R. bellii já foi detectada em A. aureolatum (PINTER;
LABRUNA, 2006) e em I. loricatus (HORTA et al., 2006). Os relatos deste estudo são os
primeiros de infecção por R. bellii em I. aragaoi e A. longirostre.
Nenhum dos carrapatos testados se mostrou infectado pelo agente da Febre
Maculosa Brasileira. Entre as espécies de carrapatos encontradas parasitando os animais
silvestres na região apenas a espécie A. aureolatum é reconhecida como vetor da bactéria R.
rickettsii e apenas 32 imaturos desta espécie de carrapato foram encontrados, todos parasitando
uma única espécie de ave. Um estudo recente revelou uma prevalência da infecção por R.
rickettsii em A. aureolatum de apenas 0,89% (PINTER; LABRUNA, 2006). Portanto, o fato de
que nenhum dos imaturos de A. aureolatum,encontrados no presente trabalho, estiver infectado
por R. rickettsii, é um resultado aceitável dada à pequena amostra colhida.
Não foi possível provar o envolvimento de nenhum dos animais silvestres
capturados com o ciclo natural da bactéria R. rickettsii. Nenhum dos 227 animais silvestres
capturados que foram testados para a presença de riquéstsias se mostrou positivo às técnicas
utilizadas neste estudo. Em estudo similar feito nos EUA na década de 1960 (BOZEMAN et
al., 1964), foram examinados roedores da espécie M. pensilvanicus, importante hospedeiros do
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carrapato D. variabilis. Em 185 animais examinados, apenas dois foram encontrados infectados
pela bactéria causadora da Febre Maculosa. Estas observações vão de encontro com o que é
aceito hoje para a história natural da doença, na qual o reservatório da bactéria na natureza é o
próprio carrapato e alguns hospedeiros vertebrados podem ser susceptíveis à infecção por R.
rickettsii. Esses hospedeiros susceptíveis, quando parasitados por um carrapato que alberga a
bactéria R. rickettsii, podem se tornar infectados e podem evoluir para um quadro riquetsêmico
durante o qual o animal se torna fonte de infecção para os carrapatos livre da bactéria. Após
este período, o animal, se não evoluir para o óbito, desenvolve resposta imunológica que o
torna refratário a uma segunda infecção (McDADE; NEWHOUSE, 1986).
O curto período de riquetsemia para cada espécie animal tem sido alvo de estudo
de muitos pesquisadores na América do Norte. Burgdorfer, Friedhoff e Lancaster (1966)
reportaram o período de riquetsemia para diversos roedores. Para M. pensilvanicus, o período
foi de 10 dias e para o esquilo (Citellus lateralis) o período foi de seis dias. Para outros
mamíferos, como a lebre americana (Lepus americanus), o período foi de cinco dias.
Travassos e Vallejo (1942a) desenvolveram um dos raros estudos sobre
hospedeiros vertebrados da pesquisa brasileira. Os autores mostraram que a capivara pode
apresentar um quadro riquetsêmico de pelo menos 10 dias. Estes estudos mostram a dificuldade
em se encontrar um animal naturalmente infectado, uma vez que durante todo o período de
vida, espera-se que um animal só esteja infectado pela R. rickettsii alguns poucos dias. Um fato
que aumenta esta dificuldade nos estudos da Febre Maculosa Brasileira é a raridade de
trabalhos sobre a susceptibilidade e capacidade das espécies de hospedeiros vertebrados em se
comportar como fonte de infecção para os carrapatos da América do Sul.
McDade e Newhouse (1986) afirmam que nem todos os hospedeiros conhecidos
para os carrapatos vetores da Febre Maculosa são capazes de desenvolver níveis de riquetsemia
suficientes para desempenharem o papel de fonte de infecção para os carrapatos susceptíveis. A
quantidade de informações é deveras deficiente, especialmente para a importância das aves no
ciclo enzoótico do agente. Poucos experimentos na literatura apontam que aves poderiam
representar o papel de amplificadores para a bactéria R. rickettsii. Lundgren et al. (1966)
mostraram que aves domésticas, quando inoculadas com o agente etiológico da R. rickettsii,
não desenvolvem sinais clínicos da doença, no entanto, apresentaram um quadro de riquetsemia
por cerca de 10 dias, mas não há qualquer resultado sobre a capacidade das aves como fonte de
infecção de riquétsias para carrapatos. Embora pareça que P. leucoptera seja um importante
hospedeiro para imaturos de A. aureolatum, não é possível concluir se esta espécie de ave
75
desempenha um importante papel de amplificador horizontal para a bactéria R. rickettsii entre
os carrapatos.
Um modelo do ciclo enzoótico da bactéria R. rickettsii no local de estudo em
Taiaçupeba, deve observar duas hipóteses. Se as espécies de aves hospedeiras das fases
imaturas de A. aureolatum podem ou não amplificar a bactéria e se tornar fonte de infecção
para o carrapato. Se a hipótese aceita for a que aves não desempenham o papel de amplificador,
é imperativo que uma espécie de mamífero desempenhe este papel, ou a bactéria R. rickettsii
deixaria de existir na população de carrapatos, segundo o modelo de Cooksey et al. (1990).
Neste caso, é provável que o roedor E. spinosus desempenhe este papel e apenas os carrapatos
imaturos que se alimentassem neste roedor estariam sujeitos a transmissão horizontal do
agente. Talvez esta seja a diferença entre áreas endêmicas e não endêmicas para a febre
maculosa brasileira transmitida por A. aureolatum. Áreas não endêmicas seriam aquelas onde
aves seriam exclusivamente os hospedeiros das fases imaturas, enquanto que áreas endêmicas
seriam aquelas onde parte das larvas se alimentam em roedores histricognateos. Neste modelo,
estaria reservado às aves o importante papel de disseminar os carrapatos para outros fragmentos
de mata, devido a maior mobilidade destes animais. No entanto, se a hipótese aceita for a de
que aves podem desempenhar o papel de amplificador horizontal, estas seriam competentes
para sustentar a população de carrapatos e disseminar a bactéria entre os ácaros, reservando aos
roedores histricognateos um papel secundário. Neste caso, o que regularia a prevalência de R.
rickettsii na população de carrapatos seria a taxa e a freqüência de natalidade, uma vez que
seria essencial que animais susceptíveis sejam inseridos na população freqüentemente. A
longevidade das aves também seria um fator importante, pois aves que já sofreram a
primoinfecção e se tornaram refratárias devem ser subtraídas da população, para que haja um
equilíbrio constante entre susceptíveis e imunes.
Pode-se concluir que futuros estudos devam almejar o melhor esclarecimento do
papel das aves, em especial às espécies P. leucoptera e T. rufiventris, como hospedeiros da
bactéria R. rickettsii e como fonte de infecção para o carrapato A. aureolatum.
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6 CONCLUSÕES
___________________________________________________________________________
-No Distrito de Taiaçupeba, a espécie de Passeriforme P. leucoptera, habitante do estrato sub-
bosque, apresenta-se como um importante hospedeiro para os estágios de larva e ninfa de A.
aureolatum. Por outro lado, aves de estratos mais altos (sub-bosque-bosque, bosque-dossel,
dossel) não são importantes para este carrapato.
-Roedores cricetídeos e didelfídeos não são hospedeiros importantes para nenhum estágio do
carrapato A. aureolatum, no Distrito de Taiaçupeba.
-Não foi possível demonstrar o papel de hospedeiro amplificador de riquétsias para nenhuma
espécie de vertebrado estudada.
-Os vertebrados silvestres avaliados no estudo (aves, roedores e didelfídeos) estão expostos a
carrapatos infectados por diferentes espécies de riquétsias.
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