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CIRO HIDEKI SUMIDA
BIOCONTROLADORES E SUBSTRATOS NA PRODUÇÃO
DE MUDAS DE TOMATEIRO
Londrina
2009
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CIRO HIDEKI SUMIDA
BIOCONTROLADORES E SUBSTRATOS NA PRODUÇÃO
DE MUDAS DE TOMATEIRO
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Agronomia, da
Universidade Estadual de Londrina, para
obtenção do título de Mestre em Agronomia,
Área de concentração: Fitossanidade.
Orientador: Prof. Doutor Martin Homechin
Londrina
2009
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Catalogação na publicação elaborada pela Divisão de Processos Técnicos da
Biblioteca Central da Universidade Estadual de Londrina.
Dados Internacionais de Catalogação-na-Publicação (CIP)
S955b Sumida, Ciro Hideki.
Biocontroladores e substratos na produção de mudas de tomateiro /
Ciro Hideki Sumida. – Londrina, 2009.
66 f. : il.
Orientador: Martin Homechin.
Dissertação (Mestrado em Agronomia) Universidade Estadual
de Londrina, Centro de Ciências Agrárias, Programa de Pós-
Graduação em Agronomia, 2009.
Inclui bibliografia.
1. Tomate – Doenças e pragas – Teses. 2. Agentes no controle
biológico de pragas – Teses. 3. Fitopatologia – Teses. 4. Pragas
agrícolas – Controle biológico – Teses. I. Homechin, Martin. II.
Universidade Estadual de Londrina. Centro de Ciências Agrárias.
Programa de Pós-Graduação em Agronomia. III. Título.
CDU 632.937
CIRO HIDEKI SUMIDA
BIOCONTROLADORES E SUBSTRATOS NA PRODUÇÃO
DE MUDAS DE TOMATEIRO
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-Graduação em Agronomia, da
Universidade Estadual de Londrina, para
obtenção do título de Mestre em Agronomia,
Área de concentração: Fitossanidade.
Aprovada em 19/02/2009
COMISSÃO EXAMINADORA
Prof. Dr. Martin Homechin UEL
Prof. Dr. Hideaki Wilson Takahashi UEL
Prof. Dr. João Batista Vida UEM
Prof. Dr. Marcelo Giovanetti Canteri UEL
Dra. Alaíde Aparecida Krzyzanowski IAPAR
____________________________________
Prof. Dr. Martin Homechim
Orientador
Universidade Estadual de Londrina
Londrina, 17 de março de 2009.
DEDICATÓRIA
A Deus, aos meus pais e professores.
AGRADECIMENTOS
Aos meus pais, Takanori Sumida e Sumika Sumida, pelo esforço e pela dedicação
que tiveram durante toda a minha formação.
Aos meus irmãos, Célio Norio Sumida, Celso Yukishigue Sumida e Claudio Naoki
Sumida, pela amizade e companheirismo durante todos esses anos de vida.
Aos meus orientadores, Dr. Martin Homechin e Dra. Débora Cristina Santiago,
responsáveis pela realização deste trabalho, pela amizade e por todos
ensinamentos e orientações.
Ao Dr. Léo Pires Ferreira, pela amizade e sugestões, pelos conselhos e pela imensa
contribuição no desenvolvimento do trabalho.
À comissão examinadora, Prof. Dr. Hideaki Wilson Takahashi, Prof. Dr. João Batista
Vida, Prof. Dr. Marcelo Giovanetti Canteri e Dra. Alaíde Aparecida Krzyzanowski
pela cooperação na avaliação da dissertação.
À minha namorada Patrícia Ogino, pela paciência e compreensão nas horas mais
difíceis.
Ao Dr. José Hiroshi Ogino e à Dra. Alice Takemoto Ogino da HORTSOL – Comércio
de Insumos Agropecuários Ltda, pela colaboração e sugestões no desenvolvimento
do trabalho.
À Bióloga Idenize Pedrina Orsina, pela amizade, paciência, atenção e pelo auxílio
durante todo processo de elaboração e desenvolvimento do trabalho.
E aos meus amigos e colegas da graduação, mestrado e doutorado, em especial, os
graduandos Leonardo Tamanini e Douglas Casaroto Peitl, pela amizade e auxílio na
avaliação dos ensaios.
Ao Dr. Celson e Dr. Lécio Kaneko da BALLAGRO – Agro tecnologia, pela paciência,
orientação e auxílio no fornecimento de produtos.
Ao Dr. Henrique Heici Sakai da SAKATA e ao Dr. Wilson Andrey Boiko da
IHARABRAS S. A. Indústrias Químicas, pelo fornecimento de produtos.
SUMIDA, C.H. Biocontroladores e substratos na produção de mudas de
tomateiro. 2009. 66p. Dissertação de Mestrado em Agronomia – Universidade
Estadual de Londrina, Londrina, 2009.
RESUMO
A produção de mudas constitui-se em numa das etapas mais importantes, pois
influencia diretamente no desempenho final das plantas. São escassas as
informações e os conhecimentos a respeito das melhores misturas para elaboração
de substratos com boa qualidade. As populações microbianas nativas, presentes em
substratos de mudas, desempenham funções similares às do solo, produzindo e
liberando substâncias estimuladoras do crescimento vegetal, estabelecendo
simbiose mutualista com plantas e participando no controle biológico de pragas e
doenças. Na atual situação, a utilização irracional de agroquímicos está sendo
repensada e a sociedade se conscientiza cada vez mais com relação à preservação
do meio ambiente, buscando novas alternativas para a proteção das plantas contra
patógenos. O fungo Trichoderma spp. vem sendo utilizado como medida de controle
alternativa. Sua eficiência no controle de fitopatógenos é observada principalmente
em relação àqueles com estruturas de resistência consideradas difíceis de ser
atacadas por microrganismos como esporos, esclerócios, clamidósporos e
microesclerócios. Assim, o presente estudo teve como objetivos: a) selecionar
isolados de Trichoderma spp. com potencial para o controle do tombamento de
mudas de tomateiro causado por Rhizoctonia solani., Pythium sp. e Fusarium
oxysporum f.sp. lycopersici; e b) avaliação da influência dos diferentes tipos de
substratos e dos agentes de controle biológico no tombamento de mudas na cultura
do tomateiro. O primeiro ensaio foi composto por quatro testes de seleção:
confrontação direta, produção de mudas, antibiose de metabólitos voláteis e não-
voláteis, onde foram testados vinte dois isolados de Trichoderma spp. O segundo
ensaio foi a avaliação de seis diferentes substratos e três medidas de controle para
produção de mudas de tomateiro. Os isolados de Trichoderma spp. Th25 , Th34 e
Th37, mostram potencial antagônico para utilização em programas de controle
biológico de tombamento na cultura do tomateiro causado por F. oxysporum f.sp.
lycopersici, Pythium sp. e R. solani, principalmente, devido à produção de
metabólitos observada nos testes de antibiose. Para os demais isolados de
Trichoderma spp., os dados foram inconclusivos devido à falta de correlação dos
dados entre os testes in vitro e in vivo. Nos testes de substratos, a utilização de
substratos comerciais com o Bioplant® e Turfa Fértil® é mais indicada e mais
segura, devido as características físicas e químicas presentes em cada um. A
aplicação de microrganismos biocontroladores, com produtos comerciais ou com
isolados selvagens de Trichoderma spp., é mais eficiente no controle de
tombamento de mudas de tomateiro causado por Rhizoctonia solani, diminuindo a
incidência do patógeno e favorecendo o desenvolvimento das plântulas. No caso do
controle de Pythium sp. e Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici, a aplicação de
produtos químico ou biológico não mostra diferença no controle de tombamento.
Palavras-chave: controle biológico, Trichoderma, Pythium, Fusarium, Rhizoctonia.
SUMIDA, C.H. Bioprotectants and substrates in the tomato seedling
production. 2009. 66p. Dissertação de Mestrado em Agronomia – Universidade
Estadual de Londrina, Londrina, 2009.
ABSTRACT
The seedling production is one of the most important stages, because it directly
influences the final development of the plants. There is little information and
knowledge about the best mixtures for the elaboration of good quality substrate. The
native microbial populations, which are present in seedling substrate, have similar
functions as the soil, producing and liberating substances that stimulate the vegetal
growth; establishing mutualistic symbiosis with plants and biologic control of plagues
and diseases. In the current situation, the irrational use of chemistry products is
being reconsidered and the society is more and more concerned about the
preservation of the environment, searching for new alternatives for the protection of
the plants against pathogen. The fungus Trichoderma spp. is being used as an
alternative control measure. Its efficiency in the control of phytopathogen is
especially observed in relation to those with a defense structure hard of being
attacked by microorganisms, like spores, sclerotia, chlamydospore and micro
sclerotia. So, the present study has as objective: a) select isolate of Trichoderma
spp. with potential to tomato seedling damping-off control caused by Rhizoctonia
solani., Pythium sp. and Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici; and b) evaluation of
the influence of different types of substrate and biologic control agents in the seedling
damping-off in the tomato culture. The first phase was made by four selection tests:
confrontation, seedling production, and antibiosis of volatile and non volatile
metabolites, where there have been tested isolate of Trichoderma spp. The second
phase was the evaluation of six different substrate and three measures of control to
the tomato seedling production. The isolate of Trichoderma spp. Th25 , Th34 and
Th37, show antagonist potential for use in programs of biologic control of damping-off
in the tomato culture caused by F. oxysporum, Pythium sp. and R. solani, especially
duo to the production of metabolites observed in the antibiosis tests. To the other
isolate of Trichoderma spp. The data were inconclusive duo to the lack of correlation
of the data between the tests in vitro and in vivo. In the substrate tests, the use of
commercial substrate with the Bioplant® and Turfa Fértil® is safer and more
indicated, duo to the physical and chemical characteristics presented in each one.
The application of biotractant microorganisms, with commercial products or with
Trichoderma spp.wild isolate, is more efficient in the tomato damping-off control
caused by Rhizoctonia solani, reduction of the pathogen incidence and favouring the
seedling development. In the case of Pythium sp. and F. oxysporum control, the
application of chemical or biological products shows no significant difference in the
damping-off control.
Key-words: biologic control, Trichoderma, Pythium, Fusarium, Rhizoctonia.
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ...................................................................................................................... 9
2 REVISÃO DE LITERATURA ............................................................................................ 11
2.1 Cultura do Tomateiro ................................................................................................................................... 11
2.2 Produção de Mudas ..................................................................................................................................... 12
2.3 Doenças do Tomateiro ................................................................................................................................ 14
2.4 Patógenos Associados às Mudas ............................................................................................................. 15
2.5 Controle Biológico de Patógenos .............................................................................................................. 16
2.6 Trichoderma spp. ......................................................................................................................................... 18
3 ARTIGO A ........................................................................................................................... 20
RESUMO ............................................................................................................................................................. 20
ABSTRACT .......................................................................................................................................................... 21
INTRODUÇÃO .................................................................................................................................................... 22
MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................................................................. 23
RESULTADOS E DISCUSSÃO ........................................................................................................................ 27
CONCLUSÃO ...................................................................................................................................................... 36
REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA ...................................................................................................................... 36
4 ARTIGO B ........................................................................................................................... 39
RESUMO ............................................................................................................................................................. 39
ABSTRACT .......................................................................................................................................................... 40
INTRODUÇÃO .................................................................................................................................................... 41
MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................................................................. 42
RESULTADOS .................................................................................................................................................... 46
Teste com Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici .......................................................................................... 47
Teste com Pythium sp. ...................................................................................................................................... 48
Teste com Rhizoctonia solani ........................................................................................................................... 48
DISCUSSÃO ....................................................................................................................................................... 49
CONCLUSÃO ...................................................................................................................................................... 55
REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA ...................................................................................................................... 55
5 CONSIDERAÇÕES FINAIS ............................................................................................. 59
6 REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA .................................................................................... 60
9
1 INTRODUÇÃO
O tomateiro (Lycopersicon esculentum Mill) é uma das hortaliças
mais importantes do mundo. Trata-se de uma cultura com ciclo relativamente curto e
de altos rendimentos, cuja área de cultivo aumenta a cada dia (NAIKA et al., 2006).
No Brasil, é considerada uma das principais hortaliças produzidas (MARIN et al.,
2005) com produção de 3,299 milhões de toneladas no ano de 2007 (MINISTÉRIO
DA AGRICULTURA, 2008), com destaque para os estados de Goiás, São Paulo e
Minas gerais (EPAGRI/C EPA, 2008).
Na tomaticultura, a produção de mudas constitui-se numa das
etapas mais importantes, pois dela depende o desempenho das plantas nas áreas
de produção, seja do ponto de vista nutricional, ou do tempo necessário à produção
(CARMELLO, 1995). São escassas as informações a respeito das melhores
misturas para elaboração de substratos com boa qualidade, principalmente por parte
dos produtores (PEREIRA e MARTINEZ, 1999). Segundo Fernandes et al. (2006), o
substrato tem como função dar suporte às plantas, permitir boa aeração e retenção
de água ao sistema radicular, ser de fácil manejo, de baixo custo e, principalmente,
isento de fitopatógenos.
A microbiota presente no solo ou no substrato pode exercer efeitos
diretos e indiretos na produtividade e na qualidade dos produtos agrícolas
(SIQUEIRA e FRANCO, 1988). As populações microbianas nativas, presentes em
substratos para mudas desempenham funções similares às do solo, seja
decompondo os resíduos orgânicos com liberação de nutrientes e CO
2
, seja
produzindo e liberando substâncias estimuladoras do crescimento vegetal, seja
estabelecendo simbiose mutualista com plantas ou realizando controle biológico de
pragas e doenças (SILVEIRA et al., 2002).
O controle biológico pela ação dos microrganismos não patogênicos
pode manter o equilíbrio no agroecossistema, de modo que o hospedeiro, quando na
presença do patógeno, não sofra danos significativos (GRIGOLETTI JUNIOR et al.,
2000). Na atual situação, a utilização excessiva de agroquímicos está sendo
repensada e a sociedade se conscientiza cada vez mais com relação à preservação
do meio ambiente, buscando novas alternativas para a proteção das plantas contra
patógenos (CAVALCANTI et al., 2005). Em períodos anteriores, o objetivo do
10
controle de doenças de plantas era eliminar completamente o patógeno com o uso
contínuo de produtos químicos, muitas vezes, de modo indiscriminado e sem
mensurar as conseqüências posteriores. Essa prática levou a modificações no
ambiente, como o surgimento de patógenos resistentes, ocorrência de surtos de
doenças consideradas anteriormente secundárias, redução da população de
microrganismos benéficos, e efeitos deletérios (nocivos) ao homem, aos animais e
ao ambiente, devido ao acúmulo de resíduos no solo, na água e nos alimentos
(GRIGOLETTI JUNIOR et al., 2000).
O emprego intensivo de agrotóxicos na tomaticultura, além de onerar
os custos de produção, favorece a seleção de patógenos resistentes a estes
produtos, eliminação da flora e fauna benéficas, e causa impactos negativos no meio
ambiente, colocando em risco a saúde dos olericultores e consumidores, seja pela
contaminação durante a aplicação de defensivos na cultura, seja pela intoxicação
decorrente do consumo in natura de tomates contaminados por resíduos (BETTIOL
e GHINI, 2003).
O fungo Trichoderma spp. vem sendo utilizado como medida de
controle alternativa. Sua eficiência no controle de fitopatógenos é observada,
principalmente, em relação àqueles com estruturas de resistência consideradas
difíceis de ser atacadas por microrganismos como esporos, esclerócios,
clamidósporos e microesclerócios (MELO, 1996).
Estudos de Kerkeni et al. (2007) sobre tombamento na cultura do
pepino, mostraram redução significativa da doença, através do uso de
biocontroladores como Thichoderma spp. Recentemente no Brasil, diferentes
formulações à base de Trichoderma spp. vêm sendo comercializadas para aplicação
em substratos destinados à produção de mudas, especialmente de hortaliças e
ornamentais, onde têm sido observadas reduções significativas dos danos causados
por Pythium sp., Rhizoctonia solani Kuhn (BETTIOL, 2006) e Fusarium oxysporum
f.sp. lycopersici Snyder & Hansen (DATNOFF et al., 1995; LARKIN e FRAVEL, 1998;
COTXARRERA et al., 2002).
Assim, o presente estudo teve como objetivos: a) selecionar isolados
de Trichoderma spp. com potencial para o controle do tombamento de mudas de
tomateiro causado por Rhizoctonia solani., Pythium sp. e Fusarium oxysporum f.sp.
lycopersici; e b) avaliar a influência do controle biológico e os diferentes tipos de
substratos no tombamento de mudas de tomateiro.
11
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Cultura do Tomateiro
O tomateiro pertence à família Solanaceae, subgênero
Eulycopersicon, sendo as cultivares comerciais pertencentes ao gênero
Lycopersicon esculentum. Seu centro de origem é a região Andina, desde o Equador
até o norte do Chile, mas sua domesticação ocorreu no México (MINAMI e HAAG,
1989; ALVARENGA, 2004).
É cultivado como cultura anual, classificada como de meia estação,
com temperaturas ótimas para o crescimento situando-se entre 21° e 23°C; sob
temperaturas menores que 10°C, tem seu crescimento e desenvolvimento
paralizados. Nas plantações oriundas de mudas e com cultivares muito precoces,
seu ciclo de crescimento e reprodução pode se completar em menos de 100 dias
(JONES JUNIOR et al., 1991).
Em 2005, a China foi o maior produtor de tomate, responsável por
25,3% da produção mundial, seguida pelos Estados Unidos, com 10,2%, e pela
Turquia, com 7,8% do total mundial. Nesse mesmo ano, o Brasil foi o 9° maior
produtor, o 12° em área cultivada e o 4° em produtividade média, com produção de
3,1 milhões de toneladas, 55 mil ha e media de 57,4 toneladas/ha, sendo
responsável por 2,6% da produção mundial, em 1,3% da área plantada no mundo
(EPAGI/CEPA, 2007).
É uma das hortaliças mais consumidas no mundo, na forma in
natura ou industrializado, devido ao seu valor nutritivo e baixa perecibilidade, quando
comparado a outras hortaliças (TIGHELAAR,1991). Sua utilização na indústria é por
meio de frutos enlatados, secos e molhos, que constituem produtos processados de
alta importância econômica. Seu consumo contribui para uma dieta saudável e bem
equilibrada, sendo importante fonte de minerais, vitaminas, aminoácidos essenciais,
açúcares, fibras dietéticas e, principalmente, de licopeno (DORAIS et al., 2001;
NAIKA et al., 2006), substância considerada como o “mais poderoso antioxidante do
mundo” e que previne o desenvolvimento de doenças cancerígenas (JONES
JUNIOR, 1998).
12
2.2 Produção de Mudas
Para implantação da lavoura, a produção de mudas é uma das
etapas mais importantes (CARMELLO, 1995). Segundo Gonçalves (1994), através
do emprego de mudas de alta qualidade, pode-se obter excelentes plantas adultas,
sejam ornamentais, frutíferas ou hortaliças. Portanto, a muda pode ser considerada
como uma estrutura biológica fundamental em empreendimentos hortícolas, a qual
deve apresentar características como ter boa constituição genética, não mostrar
sintomas ou sinais de doenças, danos mecânicos e físicos, ser isenta de estruturas
de propagação de plantas daninhas, ter custo compatível com a necessidade do
produtor e ser de fácil transporte e manuseio (MINAMI, 1995). Além disso, ser
oriunda de uma boa seleção de matrizes, sementes ou estruturas vegetativas de
propagação, produzida adequadamente em substratos com boa nutrição mineral,
com tratos fitossanitários eficientes e irrigação bem feita (SCARPARE FILHO, 1994;
GONÇALVES, 1994)
O local de produção ou o ambiente de formação das mudas e os
tratos culturais devem ser minuciosamente definidos e executados (SOUZA et al.,
2007). As mudas do tomateiro são consideradas como tolerantes ao transplante.
Essa tolerância está ligada a certas qualidades das mudas e/ou condições em que é
realizado o transplante como: estado fisiológico das mudas, tamanho ou idade das
mudas, tempo decorrido entre o transplante e o suprimento de água, condições
ambientais que afetam as funções fisiológicas até a emissão de folhas, formação de
raízes, habilidade das raízes mais velhas em absorver água, profundidade de plantio
das mudas e tipos de mudas (MINAMI, 1995).
Atualmente, na produção de mudas, a semeadura vem sendo
realizada em bandejas de isopor ou plásticas de polietileno, com vantagens e
facilidades para o manejo (MIRANDA, 1998).
Com a crescente demanda e as exigências do sistema produtivo,
cada vez mais, a produção de mudas vem sendo realizada por produtores
especializados, fornecedores de mudas aos produtores finais (ANDRIOLO et al,
2001).
Na obtenção de mudas de boa qualidade, é necessária a utilização
de boas técnicas. Dentre esses fatores importantes, esta o substrato (PEIXOTO,
1986), cuja qualidade depende da sua estrutura física e composição química
13
(MIRANDA, 1998), no sentido de garantir, através da sua fase sólida, a manutenção
mecânica do sistema radicular e a estabilidade da planta, por meio da fase líquida, o
suprimento de água e nutrientes, e a fase gasosa, o suprimento de oxigênio e o
transporte de dióxido de carbono entre as raízes e o ar externo (LAMAIRE, 1995;
SOUZA et al., 2007). O substrato exerce mais do que a função de suporte às plantas
e, assim, deve apresentar-se isento de fitopatógenos (FERNANDES et al., 2006).
Substratos comerciais orgânicos ou misturas são produzidos por
produtores de mudas ou não, empregando-se processos fermentativos em alta
temperatura, entretanto sem a adequada avaliação das diferentes proporções de
compostos orgânicos e solo, para caracterização das melhores misturas (SOUZA et
al., 2007).
A maioria dos substratos comerciais são compostos por casca de
Pinus, turfa, perlita e vermuculita, apresentando diferenças quanto às proporções
utilizadas e à suplementação mineral adicionada. Devido ao pequeno volume de
substrato utilizado nas bandejas e a alta lixiviação, a manutenção de níveis
adequados de nutriente é prejudicada pela freqüência de irrigação, resultando na
insuficiência de nutrientes para o bom desenvolvimento das plantas (TAYSA, 2001).
Quanto à qualidade sanitária do substrato, os comerciais geralmente
não apresentam problemas com plantas daninhas, nematóides e microrganismos
patogênicos. Mas nos substratos a base de solo ou misturas feitas pelo próprio
produtor esses problemas ocorrem, principalmente quando não é realizado nenhum
tipo de tratamento. A esterilização pode ajudar, mas pode ocorrer a recontaminação
por patógenos através do vento, ferramentas e água de irrigação (MINAMI, 1995).
A qualidade dos substratos é um aspecto pouco estudado, quando
relacionado à microbiota natural, a qual pode exercer efeitos diretos e indiretos na
produtividade e na qualidade dos produtos agrícolas (SIQUEIRA e FRANCO, 1988).
Segundo Silveira (2002), populações microbianas naturais presentes
nos substratos destinados à formação de mudas desempenham funções similares
às do solo, tais como decomposição de resíduos orgânicos, com a liberação de
nutrientes e CO
2
, produção de substâncias estimuladoras do crescimento vegetal,
estabelecimento de simbiose mutualista com plantas e controle biológico de pragas
e doenças.
14
2.3 Doenças do Tomateiro
Na agricultura, as doenças bióticas são relatadas desde seu início e
seus agentes causais disseminaram-se com a prática da monocultura. Mesmo as
melhores práticas para controle e as novas tecnologias de cultivo não são
suficientes para resolver todos os problemas fitopatológicos (CAVALCANTI et al.,
2005).
A importância das doenças, nas diferentes regiões, depende de
fatores como temperatura, umidade, época do ano, variedades ou híbridos
cultivados, manejo da cultura (KUROZAWA e PAVAN, 1997), nutrição da planta,
irrigação, insetos vetores e aplicação de substâncias com ação sobre fungos e
bactérias (SILVA, 2006).
Os conhecimentos da etiologia, da sintomatologia e dos métodos
gerais de controle permitem a identificação precoce e o tratamento preventivo das
doenças. O controle deve ser entendido como prática permanente, com emprego de
medidas integradas para evitar a ocorrência da doença ou, pelo menos, diminuir os
danos e prejuízos que possam ser causados. Na cultura do tomateiro, são relatadas
mais de 200 doenças de diferentes etiologias que resultam em reduções
significativas da produtividade. Embora raramente mais de cinco dessas doenças ou
distúrbios incidam ao mesmo tempo, sua ocorrência pode resultar em elevados
danos e prejuízos, limitando a produção a determinadas épocas de cultivo e regiões
do País, principalmente, devido à falta de medidas eficazes para o controle ou pelo
elevado custo de produção devido à aplicação de agrotóxicos (LOPES e ÁVILA,
2005).
No sentido de evitar perdas, os produtores empregam produtos
químicos, o que, por vezes, elevam os custos de implantação e condução da cultura,
devido à grande pressão no mercado para a venda desses produtos. Diante dessa
situação, o manejo integrado de doenças torna-se uma ferramenta indispensável
para as culturas como o tomateiro, com garantia de maior eficiência no controle das
doenças e racionalização do uso de agroquímicos (VALE et al., 2004).
O controle integrado de doenças é a adoção conjunta de diferentes
métodos, como uso de sementes sadias, erradicação de plantas com sintomas,
rotação de culturas, manejo da fertilidade e da irrigação, controle químico e plantio
de cultivares resistentes que, quando empregados de forma conjunta, resultam em
15
maior eficiência do controle e representam menor custo financeiro e ambiental
(SILVA, 2006).
2.4 Patógenos Associados às Mudas
No tomateiro, o tombamento de mudas é causado principalmente
por fungos de solo, destacando-se os do gênero Pythium sp. e Rhizoctonia solani
Kuhn (LOPES e SANTOS, 1994) e, em condições de alta umidade, também pode
ser causado pelo Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici Snyder & Hansen (VALE et
al., 2004).
O Pythium sp. sobrevive saprofiticamente como habitante do solo,
sendo disseminado pela água e, em épocas chuvosas, pode atacar plantas com até
mais de 10cm de altura, formando lesões com aspecto aquoso e escuro, podendo
estender-se até 4cm acima do colo da planta. São favorecidos com o plantio
sucessivo em um mesmo local, podendo também ocorrer na forma de reboleiras nos
canteiro. Em solos com alta densidade de inóculo, geralmente ocorre a destruição
do caulículo e da radícula, antes da emergência das plântulas, dando impressão de
má germinação das sementes. Os sintomas em plântulas são afinamento, necrose
na região do colo, murchamento, tombamento e conseqüente morte (KUROZAWA e
PAVAN, 1997).
O fungo Rhizoctonia solani pode causar sintomas distintos, como
tombamento (pré-emergente, pós-emergente e após o transplantio) e podridão dos
frutos. Esse fungo é polífago e pode permanecer no solo como saprófita por longos
períodos em restos culturais. Sua ocorrência geralmente está associada a chuvas ou
irrigações excessivas e alterações das plantas devido ao excesso de vigor
vegetativo favorecidas pela alta umidade no solo ou no substrato (LOPES e
SANTOS, 1994). Práticas como espaçamento reduzido entre plantas, irrigação
excessiva- e intenso crescimento vegetativo das mudas no viveiro podem favorecer
a disseminação e a multiplicação do patógeno. Como fonte de inóculo, tem-se as
partes da planta contendo micélio e escleródios do patógeno (ALFENAS et al.,
2004).
O Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici ocorre praticamente em
todas as regiões onde se cultiva o tomateiro (KUROZAWA e PAVAN, 1997). Ataca
16
plantas de espécies do gênero Lycopersicon, das espécies Lycopersicon esculentum
e L. pimpinellifolium e solanáceas ornamentais, malváceas e gramíneas. Dissemina-
se rapidamente, chegando a destruir até 100% das plantas e reduzir o período de
colheita em áreas cultivadas por muito tempo. Sobrevive no solo por vários anos,
sendo favorecido pela acidez, pelo teor de areia e pela temperatura elevada no solo.
Na produção de mudas pode desenvolver sintomas como clareamento das nervuras
das folhas, curvamento de pecíolos e tombamento das mudas. Em condições de
campo, o sintoma típico é o amarelecimento das folhas, iniciando-se pelas mais
velhas em plantas de início de frutificação (VALE et al., 2004). Com a evolução da
doença, pode ocorrer necrose marginal nas folhas, murcha total da planta, queda de
folhas, flores e frutos, surgimento de raízes adventícias e, finalmente, a morte
(BEDENDO, 1995).
2.5 Controle Biológico de Patógenos
O controle biológico entende-se pela prática da redução do inóculo
ou das atividades determinantes dos patógeno que levam a ocorrência de doenças
nos seus estados de atividade ou dormência, de um ou mais organismos. Também
ocorre naturalmente pela manipulação do ambiente, do hospedeiro ou do
antagonista, pela introdução de um ou mais biocontroladores com práticas agrícolas
que tornem o ambiente favorável a esses, levando à indução da resistência da
planta hospedeira ou ambos. Pode-se ainda adequar o hospedeiro às atividades
antagônicas dos microrganismos, pela introdução de massas de antagonistas,
linhagens não patogênicas ou outros organismos ou agentes benéficos (BIZI, 2007).
Essa prática de controle tem sido utilizada há muito tempo, desde
5000 a.C, aproximadamente. Os chineses costumavam deixar o solo sob repouso
quando ocorria baixa produtividade, no sentido de aumentar intuitivamente as
chances da recuperação da população de antagonistas (KHAN et al., 1971).
Cook e Baker (1983) relataram o costume de se recorrer a
procedimentos curiosos para tratamento de ferimentos de podas de árvores, como
aplicação de fezes e urina, pincelamento de mistura de esterco, cal e cinza, e até a
vedação do ferimento com lama. Esse material aplicado continha uma diversidade
17
de microrganismos desconhecidos, mas que, de alguma forma, exerciam
antagonismo contra os patógenos-alvo.
Os primeiros relatos envolvendo a introdução consciente de
antagonistas para controle biológico de doenças de plantas tiveram início no século
XX, entre as décadas de 1920-1940 (ROMEIRO, 2007). Hartley (1921) introduziu
fungos previamente selecionados em viveiros de mudas de essências florestais para
controle de tombamento. Henry (1931) selecionou actinomicetos, bactérias e fungos
para aplicação em solo estéril, para conferir proteção relativa de plantas de trigo ao
Helminthosporium sativum.
Estudos documentam a relação existente entre a supressão de
doença de planta e a diversidade ou abundância da comunidade microbiana
(AGRIOS, 1997). O emprego de agentes de controle biológico se insere no
agronegócio, por meio do controle natural de doenças de plantas e pragas, com
substituição ou complementação dos produtos químicos nos seus manejos. Sua
aplicação melhora e/ou aumenta a qualidade do produto agrícola e contribui para a
preservação dos recursos naturais, aumentando a sustentabilidade dos
agroecossistemas sem causar poluição ambiental (PEIXOTO, 2005).
Como mecanismos de controle biológico de fitopatogenos por
microrganismos antagônicos, estão envolvidos processos como antibiose,
competição, parasitismo, hiperparasitismo e hipovirulência. Na antibiose, a interação
dos microrganismos resulta na produção de um ou mais metabólitos com efeito
antagônico ao outro microrganismo. A competição resulta da interação entre dois ou
mais organismos, os quais disputam o mesmo substrato, espaço ou oxigênio. No
parasitismo, um microrganismo vive e se alimenta de outro e, no hiperparasitismo,
um ataca especificamente as hifas do outro, ou estruturas de reprodução e
sobrevivência. Pode ocorrer também a hipovirulência por meio da introdução de uma
linhagem do patógeno menos agressiva ou não patogênica, sendo essa
característica transmitida para as linhagens patogênicas que levam à indução da
defesa do hospedeiro e alteração dos mecanismos bioquímicos de resposta com
reflexos na expressão da resistência (BETTIOL e GHINI, 1995). Esses mecanismos
podem ocorrer de modo simultâneo, durante o ciclo de vida do antagonista. A
capacidade para produzir substâncias e o efeito fungicida ou fungistático podem
variar entre espécies e isolados da mesma espécie. Antes de lançar mão de
estratégias para aumentar a efetividade desses agentes, é importante conhecer
18
quais são as características passíveis de ser manipuladas para tornar o biocontrole
viável (MARTINS-CORDER e MELO, 1998).
2.6 Trichoderma spp.
O gênero Trichoderma é classificado como imperfeito (HARMAN et
al., 2004), pertencente à Sub-divisão Deuteromycotina, ordem Hifomicetes e família
Moniliaceae (MELO, 1991).
Na sua fase teleomórfica, é classificado como ascomiceto da ordem
Hypocreales, constituída pelo gênero Hypocrea, sendo encontrado colonizando
restos de plantas lenhosas e herbáceas (KRUGNER e BACCHI, 1995).
Tem ampla distribuição no mundo, em praticamente todos os tipos de solos e
habitats naturais, especialmente, naqueles que contém ou são formados de matéria
orgânica. Trata-se de um microrganismo necrotrófico que tem apresentado grande
eficácia no controle de inúmeros fungos fitopatogênicos (MELO, 1998).
Suas colônias desenvolvem-se rapidamente, inicialmente com
superfície lisa, quase translúcida, tornando-se posteriormente flocosas ou
compactas. A coloração da colônia é variável com tons de verde, amarelo, amarelo
esverdeado e, por vezes, com tonalidade muito clara, na cor gelo (GAMS e BISSET,
1998). A coloração é conferida pela pigmentação e pela quantidade de conídios
produzidos, podendo ainda ser influenciada pelo pH e componentes do meio de
cultivo. Seu micélio compõe-se por hifas hialinas bem ramificadas com parede lisa.
Na maioria das espécies, ocorre a formação de clamidósporos, intercalados nas
hifas e ocasionalmente terminais (MELO, 1991; HOWELL, 2003). Todas essas
características, como crescimento em meios de cultivo, produção de micélio aéreo
esparso, com pústulas conidiogênicas brancas ou verdes, tipo de ramificação dos
conidióforos e modo de disposição das fialídes, são empregadas na classificação e
identificação das espécies do gênero (BISSET, 1991).
Tem sido considerado um micoparasita ideal para o controle de
fitopatógenos por apresentar características como ser inócuo ao ser humano, não
causar impactos negativos ao meio ambiente, ter estruturas de reprodução de fácil
propagação, possuir um razoável tempo de prateleira quando formulado e com boa
viabilidade (MELO, 1996).
19
Atua como antagonista, por meio de mecanismos de antibiose,
produzindo metabólicos voláteis ou não, de micoparasitismo e competição por
espaço, nutrientes e oxigênio (HJELJORD e TRONSMO, 2005). Segundo Martins-
Corder e Melo (1998), a capacidade para produzir tais metabólitos e o seu efeito
fungistático pode variar entre espécies e entre isolados da mesma espécie.
Pode ainda atuar como promotor de crescimento e florescimento de
plantas, melhorando o rendimento de grãos (BECKER e COOK, 1988; MELO, 1996).
Também pode conferir velocidade e maior porcentagem da germinação de
sementes, aumento do peso seco e da altura das plantas (OKLEIFELD e CHET,
1992; LYNCH et al., 1991; MELO, 1996).
O uso de Trichoderma vem apresentando resultados animadores em
relação ao controle de patógenos radiculares como Sclerotium rolfsii, Rosellinia,
Pythium e Rhizoctonia. Este biocontrolador pode afetar a viabilidade de esclerócios
e parasitar as hifas de Rhizoctonia solani, através da produção de uma gama de
enzimas líticas e antibióticos. No entanto, para o controle biológico de Pythium deve
haver um cuidado especial, pois os propágulos desse patógeno respondem
rapidamente aos exudados das sementes em germinação e a penetração no tecido
do hospedeiro pode ocorrer antes do antagonista se desenvolver na espermosfera.
No caso do Fusarium, o ataque ocorre vagarosamente, sendo menos importante na
espermosfera e mais agressivo no hipocótilo. Nesse contexto, o uso de agentes de
biocontrole requer métodos de aplicação e doses adequadas para garantia da
proteção em cada caso (MELO, 1996).
Estudos realizados comprovam a eficiência de isolados de
Trichoderma como antagonistas de Rhizoctonia solani (HENIS et al., 1978; CHET e
BAKER, 1980; ELAD et al., 1982; ASRAN-AMAL et al. 2005), como no caso de
Hadar et al. (1979) que obteve um isolado de Trichoderma que atacava diretamente
o micélio do patógeno e quando aplicado no solo controlava o tombamento de
plantas de feijão, berinjela e tomate. Segundo Ridout et al. (1986), o Trichoderma
spp. libera β-(1,3) glucanase e quitinase, e enzimas dos complexos celulolíticos (exo
e endo- β-1-4-glucanase, β-glucosidase) e hemicelulolíticos (xilanase e β-xilosidase).
Bettiol (2006) relata a eficiência deste antagonista no controle de
Pythium sp., bem como, Datnoff et al. (1995); Larkin e Fravel (1998); e Cotxarrera et
al.(2002) que relataram a redução significativa dos danos causados por Fusarium
oxysporum.
20
3 ARTIGO A
Seleção de isolados de Trichoderma spp. para controle do tombamento de
mudas de tomateiro
RESUMO
O fungo Trichoderma spp. apresenta grande eficácia no controle de inúmeros
fitopatógenos, principalmente daqueles com estruturas de resistência consideradas
difíceis de ser atacadas por microrganismos, como esporos, esclerócios,
clamidósporos e microesclerócios. A seleção de antagonistas para programas de
controle biológico é de extrema importância, devido à especificidade no antagonismo
entre os fungos, devido a variabilidade genética existente dentro das populações. As
principais limitações no desenvolvimento do controle biológico com Trichoderma
spp. é a falta de correlação entre testes in vitro e in vivo. Dessa forma, o presente
estudo teve como objetivo selecionar isolados de Trichoderma spp. de solos com
diferentes tipos de cultivo e avaliar o seu potencial antagônico para controle do
tombamento de mudas de tomateiro causado por Rhizoctonia solani., Pythium sp. e
Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici. Foram desenvolvidos quatro testes de
seleção: confrontação direta, teste em mudas in vivo, antibiose de metabólitos
voláteis e não-voláteis, onde foram testados vinte dois isolados de Trichoderma spp.
Os isolados de Trichoderma spp. Th25 , Th34 e Th37, têm potencial antagônico para
utilização em programas de controle biológico de tombamento na cultura do
tomateiro causado por F. oxysporum f.sp. lycopersici, Pythium sp. e R. solani,
principalmente devido à produção de metabólitos observada nos testes de antibiose.
Para os demais isolados de Trichoderma spp., os dados foram inconclusivos, devido
à falta de correlação dos dados entre os testes in vitro e in vivo.
Palavras-chave: controle biológico, Trichoderma, Pythium, Fusarium, Rhizoctonia.
21
Selection of Trichoderma spp. isolate for the control of tomato seedling
damping-off
ABSTRACT
The fungus Trichoderma spp. show effective control of several phytopathogen,
mainly those a with resistence structure considered hard of being attacked by
microorganisms, like spores, sclerotia, chlamydospore and microsclerotia.
Antagonistic selection to biologic control programs is extremely importante, due the
specificity in the antagonism between the fungus, caused by genetic variability
existent inside of the populations. The principal limitation in the biologic control
development with Trichoderma spp. is the absence of correlation between tests in
vitro and in vivo. So, the present paper has as objective select isolate of Trichoderma
spp. with potential to tomato seedling damping-off control caused by Rhizoctonia
solani., Pythium sp. and Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici. Were made four
selection tests: confrontation, seedling production, and antibiosis of volatile and non
volatile metabolites, where there have been tested isolate of Trichoderma spp. The
isolate of Trichoderma spp. Th25 , Th34 and Th37, show antagonist potential for use
in programs of biologic control of damping-off in the tomato culture caused by F.
oxysporum, Pythium sp. and R. solani, especially duo to the production of
metabolites observed in the antibiosis tests. To the other isolate of Trichoderma spp.
the data were inconclusive duo to the lack of correlation of the data between the tests
in vitro and in vivo.
Key-words: biologic control, Trichoderma, Pythium, Fusarium, Rhizoctonia.
22
INTRODUÇÃO
Trichoderma spp. são fungos saprófitas de crescimento rápido que
podem competir ecológicamente a longo prazo, bem como imediatamente à sua
aplicação e são capazes de colonizar tecidos com potenciais infecções, ferimentos,
ou tecido senescente, ou até mesmo raízes em crescimento; bem como
micoparasitar agressivamente patógenos já estabelecidos ou que se estabelecem
mais tardiamente (HJELJORD e TRONSMO, 2005). Sua eficiência no controle de
fitopatógenos tem sido observada principalmente em relação àqueles com estruturas
de resistência como esporos, esclerócios, clamidósporos e microesclerócios,
consideradas difíceis de ser atacadas por microrganismos (MELO, 1996); patógenos
como a Rhizoctonia spp. (HADAR et al.,1979; LEWIS et al., 1987; ASRAN-AMAL et
al, 2005, BETTIOL, 2006) e Pythium spp. (HARMAN et al.,1980; NASEBY et al.,
2000) que são associados, na maioria das vezes, às podridões e ao tombamento de
plântulas e Fusarium spp. (SIVAN et al., 1986, CORTES, 1990; MACHADO, 1999;
FARIA et al, 2002, BETTIOL, 2006) que, em condições de alta umidade e baixas
temperaturas, também pode causar tombamento (VALE et al., 2004).
Segundo Faria (2002), a seleção de antagonistas para programas de
controle biológico é de extrema importância devido à especificidade existente no
antagonismo entre os fungos, causada pela variabilidade genética existente dentro
das populações. Existem algumas restrições quanto à eficácia dos testes de seleção
in vitro, mas são técnicas bastante utilizadas em estudos preliminares na seleção de
microrganismos antagônicos, por consumir pouco tempo, espaço e material. No
entanto, os testes in vivo são essenciais para validação dos resultados de seleção
obtidos em laboratório.
A principal limitação no desenvolvimento do controle biológico com
Trichoderma spp. é a falta de correlação entre testes in vitro e ensaios em condições
de campo (MELO, 1996).
Dessa forma, o presente estudo teve como objetivo selecionar
isolados de Trichoderma spp. de solos com diferentes tipos de cultivo e avaliar o seu
efeito antagônico, visando o controle do tombamento de mudas de tomateiro
causado por Rhizoctonia solani Kuhn., Pythium sp. e Fusarium oxysporum f.sp.
lycopersici Snyder & Hansen.
23
MATERIAL E MÉTODOS
Foram avaliados 22 isolados de Trichoderma spp. (Tabela.1), dos
quais 17 eram isolados selvagens e cinco, produtos comerciais à base de
Trichoderma, frente a cada um dos fungos patogênicos Rhizoctonia solani., Pythium
sp. e Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici.
Tabela 1. Isolados selvagens de Trichoderma spp. e produtos comerciais
formulados.
Isolado
Nome
Procedência
Solo de Cultivo ou Empresa
Cidade
Th02*
TH02
Milho
Londrina-PR
Th04*
TH04
Milho
Londrina-PR
Th07*
TH07
Milho
Londrina-PR
Th16*
TH16
Milho
Londrina-PR
Th20*
TH20
Milho
Londrina-PR
Th22*
TH22
Milho
Londrina-PR
Th25*
DA06
Milho
Londrina-PR
Th26*
CP04
Milho
Londrina-PR
Th28*
Tcaqui
Caqui
Londrina-PR
Th30**
Trichodermil®
Itaforte
Itapetininga-SP
Th31**
Agrotrich®
AgriHaus
Sta Cruz do Sul-RS
Th32**
Biotrich®
Qualifertil
Osasco-SP
Th33**
Ecotrich®
Ballagro
Atibaia-SP
Th34**
Trichobel®
Ballagro
Atibaia-SP
Th37*
THcou
Couve
Londrina-PR
Th38*
THrep
Repolho
Londrina-PR
Th39*
THtom
Tomate
Londrina-PR
Th40*
THtom
Tomate
Londrina-PR
Th41*
THav
Aveia
Londrina-PR
Th42*
T2011
TAM
Londrina-PR
Th54*
KO4
Mata
Londrina-PR
Th59*
G3
Mata
Londrina-PR
*materiais isolados de solo com diferentes tipos de cultivo.
**produtos comerciais
A obtenção dos isolados de Trichoderma spp. foi por meio do
método de diluição seriada. Foram pesados 10g de solo, colocadas em Erlenmeyer
com 90 mL de água destilada e esterilizada, e homogeneizado em agitador a 200
24
rpm, por 15 minutos. Dessa suspensão, 1,0ml foi transferido para tubo contendo
9,0ml de água destilada e esterilizada e assim sucessivamente, fazendo-se diluições
em série até 10
-3
. Das suspensões foram retiradas alíquotas de 0,1 mL e plaqueadas
em meio de Martin modificado (HOMECHIN, 1987), sendo espalhadas
uniformemente com alça de Drigalsky e incubados em câmaras BOD, à temperatura
de 25°C, por sete dias. Após a formação das colônias, aquelas identificadas como
Trichoderma spp. através das características morfológicas e estruturais, foram
transferidas para placas de Petri contendo meio de cultura BDA.
Os isolados dos patógenos foram obtidos a partir de tecidos
sintomáticos de tomateiro, incubados por dois a cinco dias sob câmara úmida,
identificados com base nas características morfológicas e, posteriormente,
plaqueados em meio BDA (batata-dextrose-ágar).
Teste de Antagonismo de Confrontação Direta.
O ensaio foi conduzido in vitro no laboratório de fitopatologia no
Departamento de Agronomia da Universidade Estadual de Londrina – UEL,
Londrina,PR.
O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso, com 23
tratamentos e cinco repetições (placas) para cada um dos patógenos.
Procedeu-se a técnica da cultura pareada, de acordo com a
metodologia descrita por Bell et al. (1982), em placas de Petri contendo meio BDA
(batata-dextrose-agar). Foi alocado um disco de Trichoderma spp. retirado de placas
de Petri da região da borda da colônia e na posição oposta da placa, a seis
centímetros de distância, foi alocado um disco do patógeno desenvolvido também
em BDA (batata-dextrose-ágar). Nas placas testemunhas foram alocados somente
discos do patógeno nas bordas, sem o antagonista. As placas foram incubadas em
câmaras BOD, em escuro total, à 25°C.
As avaliações foram realizadas utilizando a metodologia descrita por
CAMPOROTA (1985), baseada na mensuração do crescimento linear das colônias
dos patógenos para posterior cálculo do percentual de inibição em comparação à
testemunha, através da fórmula: I % = [(C1 – C2)/C1]X 100, onde I = % de inibição
do patógeno; C1 = crescimento linear do patógeno na placa testemunha (cm) e C2 =
25
crescimento linear do patógeno na placa tratamento. A avaliação se iniciou no
momento em que o crescimento das colônias do patógeno, na placa testemunha, se
aproximou da borda oposta.
Os resultados obtidos foram submetidos à análise de variância e as
médias comparadas pelo teste de Scott-knott, em nível de 5% de probabilidade de
erro, utilizando o programa SISVAR (FERREIRA, 2000).
Teste de Antagonismo em Mudas.
A condução do ensaio foi em casa-de-vegetação no Departamento
de Agronomia da Universidade Estadual de Londrina – UEL, Londrina,PR, no
período de 15 outubro a 20 de novembro.
O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso, com 24
tratamentos e cinco repetições, para cada um dos patógenos. Cada repetição foi
formado por um conjunto de 10 mudas.
A multiplicação do inóculo dos patógenos foi em grãos de milho na
proporção de 1:1 (milho: água destilada), os quais foram autoclavados, colocados
em sacos plásticos de polipropileno e após resfriamento, foram adicionados 10
discos de colônia do patógeno/saco, crescidos em meio BDA, por sete dias, à
temperatura de 25°C, em escuro total. Os sacos plásticos foram mantidos em
câmaras BOD por sete dias, à temperatura de 25°C, em escuro total.
A inoculação dos patógenos procedeu-se através da introdução de
um grão de milho contaminado no fundo de cada célula. Após, foram preenchidas
com substrato comercial Turfafértil®. As mudas de tomateiro foram obtidas pela
semeadura de duas sementes/célula da cultivar Kada Gigante® (Sementes Top
Seed – AGRISTAR do Brasil Ltda), a uma profundidade de 0,5cm em bandejas
plásticas com 200 células com capacidade para 15 ml/célula.
A multiplicação dos isolados de Trichoderma foi em palha de arroz e
milho triturado, misturados na proporção de 1:4:5 (palha de arroz:milho
triturado:água), os quais foram autoclavados em sacos plásticos de polipropileno e
após resfriamento, foram adicionados 10 discos de colônia de Trichoderma/saco,
crescidos em meio BDA, à 25°C, por sete dias. Os sacos de polipropileno foram
mantidos em câmaras tipo BOD por sete dias, à temperatura de 25°C. A inoculação
26
dos biocontroladores procedeu-se no 1° dia (semeadura), 7° dia e 14° dia, através
da aplicação de 0,25L de suspensão de esporos por tratamento (50 células), na
concentração de 10
8
conídios/ml.
Após a emergência das sementes, foram realizadas avaliações da
incidência do tombamento pré-emergente, de acordo com a porcentagem de
plântulas germinadas e o desbaste no 10° dia após a semeadura, deixando-se uma
planta por célula. Em seguida, foram realizadas avaliações semanais, verificando a
ocorrência de tombamento ou não, por meio da contagem de plantas com sintomas,
até o 30° após o transplante.
Os resultados obtidos foram submetidos à análise de variância e as
médias comparadas pelo teste de Scott-knott, em nível de 5% de probabilidade de
erro, utilizando o programa SISVAR (FERREIRA, 2000).
Teste de Antibiose de Metabólitos Voláteis
O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso, com 23
tratamentos e cinco repetições (placas de Petri), para cada um dos patógenos.
O teste foi desenvolvido empregando a metodologia descrita por
BHARAT et al. (1980), através do posicionamento de tampas de placas de Petri
umas sobre as outras, após ter vertido meio de cultura BDA em cada uma delas. Na
extremidade inferior, alocou-se um disco de Trichoderma no centro e, na parte
superior, um disco do patógeno também no centro, ambos os discos provindos de
colônias desenvolvidas em câmaras tipo BOD por sete dias, a temperatura de 25°C.
A parte lateral das placas foi vedada com filme plástico de polietileno. Em seguida
incubaram-se as placas em temperatura ambiente, por sete dias, sob luz
fluorescente contínua.
Após 48 horas, procedeu-se a avaliação por meio da mensuração do
diâmetro médio das colônias dos patógenos nas placas testemunhas, e posterior
comparação com o crescimento das colônias dos patógenos nos tratamentos com
Trichoderma.
Os resultados obtidos foram submetidos à análise de variância e as
médias comparadas pelo teste de Scott-knott, em nível de 5% de probabilidade de
erro, utilizando o programa SISVAR (FERREIRA, 2000).
27
Teste de Antibiose de Metabólitos Não Voláteis.
O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso, com 23
tratamentos e cinco repetições (placas de Petri), para cada um dos patógenos.
O teste procedeu-se em placas de Petri contendo meio BDA, o qual
foi coberto com discos de papel celofane de 9 cm de diâmetro. Em seguida, alocou-
se um disco de Trichoderma ao centro de cada placa, as quais foram incubadas por
48 horas à temperatura ambiente, sob luz contínua. Após a mensuração do diâmetro
médio da colônia de Trichoderma de cada placa, foi retirado o papel celofane. As
placas foram, então, invertidas e adicionaram-se 30ml de clorofórmio na parte
interna da tampa, com o objetivo de inativar resíduos estruturais de Trichoderma.
Após a evaporação do clorofórmio, as placas foram invertidas novamente para
posição normal e foram aplicados 0,12ml de uma suspensão de esporos do
patógeno, obtida por meio de colônias desenvolvidas em BDA por 12 dias, à 25°C.
Após, foram espalhados uniformemente com auxílio da alça de Drigalsk, e
incubados a 25°C, na ausência de luz. Nas placas testemunhas, foram alocados
somente discos de BDA sobre o papel celofane e sem colônia de Trichoderma
desenvolvida. Após 48 horas, foi aplicada a suspensão micelial do patógeno.
Após 72 horas de incubação, procedeu-se a mensuração do halo de
inibição formado.
Os resultados obtidos foram submetidos à análise de variância e as
médias comparadas pelo teste de Scott-knott, em nível de 5% de probabilidade de
erro, utilizando o programa SISVAR (FERREIRA, 2000).
RESULTADOS E DISCUSSÃO
Teste de Antagonismo em Confrontação Direta (in vitro).
Todos os isolados de Trichoderma spp. apresentaram inibição do
crescimento de Rhizoctonia solani., Pythium sp. e Fusarium oxysporum f.sp.
lycopersici (Tabela.2). Entretanto, os testes mostraram diferentes níveis de inibição
para cada um dos patógenos. No teste com Fusarium, observou-se taxa de inibição
28
que variou de 72% a 95%, sendo que no teste com Pythium, a inibição foi de 25,9%
a 53,3%, e com R.solani, de 49,1% a 65,8%. Em resultados obtidos por Asran-Amal
et al.(2005), avaliando 20 isolados de Trichoderma spp. e dois de R. solani,
observaram diferença na porcentagem de inibição entre os dois isolados, ou seja,
os dois isolados de R. solani responderam de forma diferente diante do antagonismo
de um mesmo isolado de Trichoderma.
Os maiores percentuais de inibição de F. oxysporum foram
apresentados pelos isolados Th25, Th34 e Th41; Th20, para Pythium sp. Th40,
Th22, Th25, Th37 e Th41; e para R. solani Th25, Th40, Th20 e Th34. O isolado
Th25 foi o único que mostrou eficiência de controle para os três patógenos. Os
isolados Th20 e Th34 foram semelhantes para controle de Fusarium e Rhizoctonia;
o Th40, para Pythium e Rhizoctonia; e o Th41, para Fusarium e Pythium. Os demais
apresentaram inibição semelhante entre os patógenos, com exceção dos isolados
Th04 e Th28, que apresentaram eficiente inibição contra Fusarium e, em relação a
R. solani e Pythium, inibição mediana.
Dentre os isolados dos produtos comerciais formulados a base de
Trichoderma, o Th34, provindo do produto comercial Trichobel® da BALLAGRO, foi
o mais eficiente para os três patógenos.
O antagonismo de Trichoderma spp. in vitro foi relatado por Faria et
al. (2002) em testes utilizando dois isolados de Trichoderma harzianum que
apresentaram 60,0% e 68,3% de inibição do crescimento de Fusarium sp.
Anteriormente, resultados de Cortes (1990) já haviam demonstrado a inibição de
Trichoderma spp. em Fusarium sp.
Kerkeni et al. (2007), por meio da metodologia de cultura pareada
ou confrontação direta, testaram in vitro sete isolados fúngicos, dentre eles dois
isolados de Trichoderma viride, os quais apresentaram as maiores porcentagens de
inibição de Pythium.
Para controle Rhizoctonia solani, Asran-Amal et al. (2005), realizou
testes de confrontação direta com vinte isolados de Trichoderma, sendo 10 isolados
de T. harzianum e 10 de T. longibrachiatum; e dois isolados de R. solani. Relataram
que a maioria dos isolados de Trichoderma apresentaram potencial antagônico à R.
solani, com porcentagens de controle de até 85,12%.
Hadar et al.(1987) relataram a capacidade antagônica de
Trichoderma harzianum em colonizar diretamente o micélio de R. solani, controlando
29
efetivamente os danos causados por esse patógeno. Esses resultados foram
comprovados por Santos et al. (2008) que observaram no teste de interação de hifas
um enrolamento e estrangulamento das hifas de Rhizoctonia solani por Trichoderma
spp.
Esses relatos mostram a importância dos testes de confrontação
direta para seleção de isolados com potenciais para o controle biológico. Mas a
realização dos testes de seleção in vivo, são indispensáveis para a comprovação da
eficiência dos biocontroladores e a validação dos resultados obtidos nos testes in
vitro.
Teste de Antagonismo em Mudas.
No teste de antagonismo in vivo (Tabela.3), com inoculação do
F.oxysporum, a porcentagem de germinação variou de 75% a 97%, não
apresentando diferença significativa para maioria dos resultados. Fato semelhante
ocorreu no teste com R. solani com germinação variando de 77% a 92%, sem
diferença significativa para todos os resultados, inclusive a testemunha, sem
inoculação do patógeno. A exceção foi o teste com inoculação do Pythium sp., onde
as sementes apresentaram baixa porcentagem de germinação nos tratamentos
inoculados com patógeno, entre 18% a 40%. Neste teste, a alta taxa de germinação
foi observada somente na testemunha sem tratamento e sem inoculação do
patógeno com 91% de germinação.
Segundo Melo (1996), os propágulos de Pythium respondem aos
exudados da semente em germinação e colonizam rapidamente o tecido do
hospedeiro, antes de qualquer antagonista se desenvolver na espermosfera. No
caso do Fusarium, ele ataca mais vagarosamente, sendo menos eficiente na
espermosfera e atacando mais o hipocótilo.
Na avaliação do tombamento de plântulas de tomateiro (Tabela.3)
inoculadas com F.oxysporum, a maioria dos isolados de Trichoderma spp.
mostraram diminuição do tombamento, inclusive os isolados Th25, Th37 e Th34. A
exceção foram os isolados Th20, Th39, Th59, Th07, Th38 e Th54, sendo que Th54
apresentou porcentagens de tombamento maiores que a testemunha sem
tratamento e inoculada com o patógeno. Para Pythium, o melhor controle foi
30
verificado pelos isolados Th26, Th38, Th33, Th54, Th37, Th31, Th04 e Th39; e para
R. solani, Th25 e Th30, sendo os menos eficientes Th54, Th22, Th02,Th04 e Th59.
Os resultados de Pythium (12% a 35%) apresentaram tratamentos
com porcentagem de tombamento inferior a de R. solani (28% a 68%) devido a baixa
porcentagem de germinação nos testes com Pythium, resultante do tombamento
pré-emergente. Os testes com F. oxysporum, com a alta porcentagem de
germinação, semelhante à de R. solani, monstram que a ocorrência de tombamento
pré-emergente foi baixa.
Para controle de F.oxysporum, somente os isolados Th25 e Th34
apresentaram eficiência, tanto nos testes de confrontação direta in vitro como nos
testes na produção de mudas. Para controle de Pythium, o mesmo foi observado
com o isolado Th37, e nos testes de R. solani com isolado Th25. O restante dos
isolados apresentaram resultados diferenciados nos testes in vitro e in vivo.
Asran-Amal et al, (2005), avaliando o isolados de Trichoderma spp.
contra Rhizoctonia solani, em testes in vivo, relataram que a interação entre isolados
de Trichoderma e R. solani teve influência significativa no percentual de
sobrevivência de mudas.
Estudos desenvolvidos por Naseby et al. (2000) in vivo, também
relatam o biocontrole por isolados de Trichoderma spp. Verificaram que a inoculação
de Pythium na testemunha reduziu a emergência e o crescimento das plântulas de
ervilha e esse efeito foi significativamente controlado por praticamente todos os
isolados de Trichoderma, aumentando o peso da biomassa seca.
Teste de Antibiose de Metabólitos Voláteis.
Nesse teste de antibiose (Tabela.4) não foi observado a produção de
metabólitos voláteis, pois o crescimento micelial dos patógenos nas placas com os
diferentes isolados de Trichoderma spp., foi estatíticamente igual ao da testemunha.
Os resultados também não apresentaram diferença significativa
entre os isolados de Trichoderma spp. para os três patógenos R. solani., Pythium sp.
e F. oxysporum f.sp. lycopersici.
Em ensaios desenvolvidos por Santos et al. (2008), avaliando in vitro
a eficiência de isolados de Thichoderma spp. a diferentes isolados fúngicos da
31
região Amazônica, foi observado que, no teste de metabólitos voláteis com
Rhizoctonia sp., também não houve diferença significativa entre os isolados testados
e a testemunha, assim como para Fusarium spp., Pestalotia sp. e Colletotrichum sp.
Mas Martins-Corder et al. (1998), relatam a produção de metabólitos voláteis de
quatro isolados de Trichoderma, dois de T. koningii Oud e dois de T. viride Pers, em
testes de antagonismo realizados com Verticillium dahliae Kleb
Teste de Antibiose de Metabólitos Não Voláteis.
Na avaliação do teste de antibiose de metabólitos não voláteis
(Tabela.5), todos os isolados apresentaram halo de inibição do provável metabólito
para os três patógenos R. solani., Pythium sp. e F. oxysporum f.sp. lycopersici.
Observou-se diferença apenas no diâmetro do halo formado pelo crescimento de
cada isolado de Trichoderma spp. Nos testes com F.oxysporum, o crescimento
médio do diâmetro da colônia variou de 1,1 a 3,5cm, com Pythium variou de 1,4 a
4,1cm e com R. solani de 1,8 a 5,8cm.
Existem relatos de que os primeiros trabalhos científicos provando a
produção de antibióticos por Trichoderma spp. foram realizados Weidling (1934),
Os testes realizados por Santos et al. (2008) de antibiose de
metabólitos não-voláteis não apresentaram halo de inibição com os patógenos R.
solani, Fusarium spp., Pestalotia sp., Colletotrichum sp. e Phytophthora sp.
Entretanto, Lobo Junior e Abreu (2000), trabalhando com isolados de Trichoderma
spp. relataram que todos os isolados foram capazes de inibir o crescimento micelial
do patógeno por meio da produção de metabólitos, assim como em vários trabalhos
desenvolvidos por Howell (2003), Harman et al. (2004) e Kerkeni et al. (2007).
32
Tabela 2. Porcentagem de inibição de Rhizoctonia solani., Pythium sp. e Fusarium
oxysporum f.sp. lycopersici. por isolados de Trichoderma spp. Londrina, PR, 2008.
Isolados
F. oxysporum (%)*
Pythium (%)*
R. solani (%)*
Th02
81,6c
32,3a
60,7c
Th04
80,1c
38,7b
63,1d
Th07
78,5b
29,4a
55,9b
Th16
82,6c
32,0a
59,8c
Th20
82,9c
53,3c
64,2d
Th22
85,4d
52,4c
62,8d
Th25
94,7f
52,1c
65,8d
Th26
81,9c
37,9b
60,4c
Th28
82,6c
41,1b
61,9d
Th30
81,6c
36,4b
57,7b
Th31
77,3b
39,0b
49,1a
Th32
79,1b
33,8a
59,2c
Th33
85,4d
40,8b
62,8d
Th34
95,0f
41,1b
63,1d
Th37
82,3c
52,0c
59,2c
Th38
78,8b
35,8b
55,3b
Th39
72,0a
32,9a
56,2b
Th40
89,4e
52,4c
65,8d
Th41
94,4f
51,6c
59,8c
Th42
78,8b
33,8a
61,0c
Th54
81,3c
34,1a
58,9c
Th59
76,3b
25,9a
53,5b
CV(%)
3,2
12,9
4,9
Média geral
82,8
39,9
59,9
Médias seguidas pela mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste Scott-
knott, em nível de 5% de significância.
* porcentagem de inibição do patógeno.
Th = isolados de Trichoderma spp.
33
Tabela 3. Porcentagem de germinação e tombamento de mudas de tomateiro
inoculadas com R. solani., Pythium sp. e F. oxysporum f.sp. lycopersici, e tratadas
com Trichoderma spp. Londrina, PR, 2008.
Isolados
F.oxysporum
Pythium
R.solani
G(%)
T(%)
G(%)
T(%)
G(%)
T(%)
Th02
81 a
12 c
26 a
26 d
78 a
62 e
Th04
78 a
18 d
18 a
17 b
86 a
63 e
Th07
86 b
25 e
23 a
23 d
85 a
44 c
Th16
82 a
16 d
37 b
26 d
86 a
57 d
Th20
86 b
23 e
36 b
35 e
89 a
56 d
Th22
78 a
18 d
37 b
25 d
77 a
62 e
Th25
85 b
8 b
34 b
25 d
91 a
28 b
Th26
85 b
12 c
21 a
12 b
87 a
43 c
Th28
88 b
16 d
32 b
27 d
86 a
43 c
Th30
85 b
14 c
25 a
19 c
82 a
35 b
Th31
80 a
12 c
21 a
17 b
91 a
42 c
Th32
84 b
19 d
23 a
23 d
89 a
48 c
Th33
75 a
15 d
21 a
15 b
88 a
45 c
Th34
86 b
10 b
31 b
20 c
86 a
48 c
Th37
80 a
8 b
25 a
17 b
92 a
51 d
Th38
92 b
25 e
24 a
14 b
87 a
45 c
Th39
88 b
23 e
38 b
17 b
85 a
47 c
Th40
81 a
14 c
40 b
36 e
88 a
41 c
Th41
89 b
12 c
24 a
21 c
82 a
41 c
Th42
85 b
16 d
29 a
31 e
84 a
54 d
Th54
91 b
33 f
20 a
16 b
88 a
62 e
Th59
88 b
25 e
28 a
24 d
85 a
68 f
S/T_ C/I
94 b
27 e
21 a
21 c
88 a
79 g
S/T_ S/I
97 b
0,0a
91 c
0,0a
95 a
0,0a
CV(%)
8,6
21,4
18,9
20,1
7,4
14,9
Média geral
85,1
16,7
30,2
21,1
86,4
48,5
Médias seguidas pela mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste Scott-
knott, em nível de 5% de significância.
S/T_C/I = sem tratamento e inoculado com patógeno, S/T_S/I = Sem tratamento e
sem inoculação do patógeno, Th = isolados de Trichoderma spp. G = germinção e T
= plântulas com sintomas de tombamento.
34
Tabela 4. Diâmetro médio das colônias de R. solani., Pythium sp., e F. oxysporum
f.sp. lycopersici. no teste de antibiose de metabólitos voláteis de Trichoderma spp.
Londrina, PR, 2008.
Isolados
F.oxysporum (cm)*
Pythium (cm)*
R.solani (cm)*
Th02
2,3a
3,4a
2,3a
Th04
2,4a
3,5a
2,3a
Th07
2,2a
3,7a
2,6a
Th16
2,4a
3,7a
2,3a
Th20
2,3a
3,9a
2,6a
Th22
2,1a
3,9a
2,3a
Th25
2,2a
3,6a
1,6a
Th26
2,0a
3,4a
1,9a
Th28
2,1a
3,4a
1,6a
Th30
2,0a
3,9a
2,0a
Th31
2,1a
3,7a
2,4a
Th32
2,2a
4,4a
2,2a
Th33
1,8a
3,4a
2,1a
Th34
2,0a
3,4a
2,5a
Th37
2,5a
3,6a
2,4a
Th38
1,9a
3,8a
2,2a
Th39
2,3a
3,9a
2,4a
Th40
2,1a
3,6a
1,9a
Th41
2,0a
3,8a
2,2a
Th42
1,9a
3,7a
2,2a
Th54
2,2a
3,8a
2,3a
Th59
2,3a
3,7a
2,0a
Testemunha
2,3a
3,9a
2,4a
CV (%)
23,1
11,4
27,5
Média geral
2,1
3,7
2,2
Médias seguidas pela mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste Scott-
knott, em nível de 5% de significância.
*diâmetro médio das colônias.
Th = isolados de Trichoderma spp.
35
Tabela 5. Diâmetro média das colônias de Trichoderma spp. e halo de inibição dos
fungos R. solani., Pythium sp., e F. oxysporum f.sp. lycopersici. no teste de
antibiose de metabólitos não-voláteis. Londrina, PR, 2008.
Isolados
F.oxysporum
Pythium
R.solani
Colônia*
(cm)
Halo**
(cm)
Colônia*
(cm)
Halo**
(cm)
Colônia*
(cm)
Halo**
(cm)
Th02
3,4d
2,7c
3,0d
2,3b
3,0d
2,3b
Th04
3,1d
3,2d
3,6e
2,5c
3,2d
2,0b
Th07
3,3d
2,9d
3,9e
2,8c
4,4f
1,8b
Th16
3,3d
3,0d
4,1e
3,0c
4,1f
2,6c
Th20
3,3d
3,1d
4,2e
3,1c
4,2f
2,0b
Th22
2,6c
3,0d
3,8e
3,6d
2,6c
2,4c
Th25
2,5c
1,6b
2,9d
4,1d
2,8d
2,2b
Th26
2,6c
2,7c
2,8d
3,0c
3,1d
2,1b
Th28
2,1c
1,1b
3,1d
1,5b
2,7d
2,2b
Th30
2,5c
3,5d
2,7d
3,8d
3,0d
2,4c
Th31
2,9d
3,2d
2,8d
3,4d
3,4d
2,8c
Th32
1,3b
3,3d
1,4b
3,3d
2,3c
2,7c
Th33
2,7c
2,1b
2,2c
2,6c
2,4c
2,4c
Th34
3,0d
2,2c
3,0d
3,0c
2,9d
3,3d
Th37
2,9d
1,7b
3,7e
1,4b
3,5e
1,6b
Th38
3,2d
3,1d
3,0d
1,7b
2,9d
2,3b
Th39
3,0d
2,7c
1,9c
1,7b
2,3c
2,3b
Th40
1,6b
1,7b
1,4b
3,1c
1,6b
5,3e
Th41
2,1c
3,2d
3,2d
2,9c
2,6c
5,8e
Th42
2,9d
2,6c
3,7e
1,8b
2,8d
2,5c
Th54
2,3c
2,8c
2,8d
3,1c
2,5c
2,4c
Th59
2,8d
2,3c
3,8e
2,1b
3,8e
2,2b
Test
0,0a
0,0a
0,0a
0,0a
0,0a
0,0a
CV (%)
14,1
17,8
18,2
23,7
16,3
18,0
Média geral
2,6
2,5
2,9
2,6
2,9
2,5
Médias seguidas pela mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste Scott-
knott, em nível de 5% de significância.
*diâmetro médio da colônia de Trichoderma spp.
**halo de inibição.
Th = isolados de Trichoderma spp.
36
CONCLUSÃO
De acordo com os resultados obtidos nos testes de seleção, os
isolados de Trichoderma spp. Th25 , Th34 e Th37, apresentam maior antagonismo
para utilização em programas de controle biológico do tombamento na cultura do
tomateiro causado por F. oxysporum f.sp. lycopersici, Pythium sp. e R. solani,
principalmente devido à produção de metabólitos observada nos testes de antibiose.
Para os demais isolados de Trichoderma spp. os dados foram
inconclusivos devido à falta de correlação dos dados entre os testes in vitro e in vivo.
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39
4 ARTIGO B
Influência dos substratos e biocontroladores no controle do tombamento de
mudas de tomateiro
RESUMO
Conhecimentos a respeito das melhores misturas para substratos são escassos,
assim como os relacionados à sua microbiota, que é um aspecto pouco estudado,
pois as populações microbianas naturais presentes nos substratos desempenham
funções similares às do solo, tais como decomposição de resíduos orgânicos com a
liberação de nutrientes e CO
2
, produção de substâncias estimuladoras do
crescimento vegetal, estabelecimento de simbiose mutualista com plantas e controle
biológico de pragas e doenças. Os principais causadores de perda de qualidade das
mudas são os patógenos do solo, sendo responsáveis pelo tombamento, causado
por fungos de solo, principalmente Rhizoctonia solani Kuhn, Pythium sp. e Fusarium
oxysporum f.sp. lycopersici Snyder & Hansen, e que podem ocorrer antes ou após a
emergência das plantas. A substituição ou redução da aplicação química tem sido
através da utilização de agentes de controle biológico como Trichoderma spp., que
reduzem a capacidade do patógeno de se reproduzir, mantendo baixos níveis de
inóculo. Portanto, o objetivo do presente estudo foi avaliar a influência dos diferentes
tipos de substratos e agentes de controle biológico no tombamento de mudas na
cultura do tomateiro. Foram avaliados seis substratos diferentes, sendo dois
comerciais, e três tipos de controle: químico, biológico com produto comercial e
biológico com isolado selvagem de Trichoderma spp. A utilização de substratos
comerciais com o Bioplant® e Turfa Fértil® é mais indicada e mais segura, devido às
características físicas e químicas presentes em cada um. A aplicação de
microrganismos biocontroladores, com produtos comerciais ou com isolados
selvagens de Trichoderma spp., é mais eficiente no controle de tombamento de
mudas de tomateiro causado por Rhizoctonia solani, diminuindo a incidência do
patógeno e favorecendo o desenvolvimento das plântulas. No caso do controle de
Pythium sp. e Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici, a aplicação de produtos químico
ou biológico não mostra diferença no controle de tombamento.
Palavras-chave: controle biológico, Trichoderma, Pythium, Fusarium, Rhizoctonia.
40
Influence of substrate and bioprotectant for the control of tomato seedling
dampin-off
ABSTRACT
The general knowledge concerning the best mixtures for substrate is poor, just like
the knowledge concerning the microbiota present in them, which is a little studied
aspect, since the microbial natural population present in the substrate play similar
functions as the soil, like organic residues decomposition with nutrient’s liberation
and CO
2
; production of vegetal growth stimulator substances; establishment of
mutualistic symbiosis with plants and; pests and diseases biologic control. The main
responsible things for the seedlings’ lost of quality are the soil pathogen, being also
responsible for the damping-off that is caused by soil fungus, especially the ones of
the genera Rhizoctonia solani, Pythium sp. and Fusarium oxysporum f.sp.
lycopersici, and can occur before of after the emergency of the plants. The
replacement or reduction of the chemical application has been made trough the using
of biologic control agents, like Trichoderma spp., that reduce the capacity of the
pathogen to reproduce, keeping low levels of inoculum. So, the goal of the presented
study was to evaluate the influence of the different types of studied substrate and
biotractantes in the seedling damping-off in the tomato culture. Six different
substrates were evaluated, two of them being commercial; and three types of control:
chemical, biological with commercial and biological product with wild isolate of
Trichoderma spp. The use of commercial substrate with Bioplant® and Turfa Fértil®
is more indicated and safer, duo to the physic and e chemical characteristics
presented in each one. The application of biotractant microorganisms, with
commercial products or with Trichoderma spp.wild isolate, is more efficient in the
tomato damping-off control caused by Rhizoctonia solani, reduction of the pathogen
incidence and favouring the seedling development. In the case of Pythium sp. and F.
oxysporum control, the application of chemical or biological products shows no
significant difference in the damping-off control.
Keywords: biologic control, Trichoderma, Pythium, Fusarium, Rhizoctonia.
41
INTRODUÇÃO
A produção de mudas de hortaliças é uma das fases mais críticas no
planejamento da maioria das lavouras hortícolas, dentre elas a cultura do tomateiro
(Lycopersicon esculentum Mill). A obtenção de uma lavoura bem sucedida depende
da qualidade das mudas utilizadas, em relação à sanidade ou genética do material.
(LOPES et al., 2005)
Na produção de mudas de alta qualidade, a utilização de boas
técnicas é essencial para o processo e dentre os fatores importantes está o
substrato (PEIXOTO, 1986), cuja qualidade depende de sua estrutura física e
composição química (MIRANDA, 1998).
O substrato desempenha funções diretas na manutenção mecânica
do sistema radicular e na estabilidade da planta, no suprimento de água e nutrientes,
no suprimento de oxigênio e transporte de dióxido de carbono entre as raízes e o ar
externo (LAMAIRE, 1995; SOUZA et al., 2007). O substrato, exercendo mais do que
a função de suporte às plantas, deve apresentar-se isento de fitopatógenos
(FERNANDES et al., 2006).
Os conhecimentos a respeito das melhores misturas são escassos,
principalmente por parte dos produtores, e essas informações são de extrema
importância para elaboração de substratos com boa qualidade (PEREIRA e
MARTINEZ, 1999). O mesmo ocorre com os conhecimentos relacionados à
microbiota nos substratos, que é um aspecto pouco estudado (SIQUEIRA e
FRANCO, 1988), pois as populações microbianas presentes nos substratos
desempenham funções similares às presentes naturalmente no solo, como
decomposição de resíduos orgânicos com a liberação de nutrientes e CO
2
, produção
de substâncias estimuladoras do crescimento vegetal; estabelecimento de simbiose
mutualista com plantas e; controle biológico de pragas e doenças (SILVEIRA et al.,
2002).
Um dos principais causadores da perda de qualidade das mudas são
os patógenos do solo, principalmente fungos como Rhizoctonia solani Kuhn, Pythium
sp. e Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici Snyder & Hansen, responsáveis pelo
tombamento de mudas em diversas culturas, e que podem ocorrer antes ou após a
emergência das plantas. O tombamento pré-emergente é caracterizado quando
ocorre a infecção das sementes, antes ou durante a germinação, causando seu
42
apodrecimento e desintegração, resultando em falhas de estande. O tombamento de
pós-emergência é mais comum quando se produz mudas em bandejas,
caracterizando-se pelo ataque do patógeno na base do caule da planta, mostrando
sintomas de escurecimento e amolecimento da base da planta, muitas vezes
resultando em constrição dos tecidos atacados (LOPES et al., 2005).
O controle químico é pouco eficaz quando se trata de doenças
causadas por fungos de solo, devido à interação do fungicida com partículas do solo
que podem inativar os princípios ativos e o fato dos patógenos poderem se abrigar
em diferentes profundidades nos solos (QUEZADO-DUVAL et al., 2007). Portanto,
existe a necessidade da utilização de medidas alternativas e eficazes para combater
essas doenças.
A substituição ou a redução da aplicação química tem sido através
da utilização de agentes de controle biológico como Trichoderma spp., que reduzem
a capacidade do patógeno de se reproduzir, mantendo baixos níveis de inóculo
(HJELJORD e TRONSMO, 2005). Mas a sobrevivência do Trichoderma spp., no
solo ou no substrato, pode ser influenciada por fatores como temperatura, umidade,
nutrientes, tipo de solo, microbiota, aeração, pH e teor de matéria orgânica
(HOWELL, 2003).
Assim, o objetivo do presente estudo foi avaliar a influência dos
diferentes tipos de substratos e agentes de controle biológico no tombamento de
mudas de tomateiro.
MATERIAL E MÉTODOS
Foram realizados três ensaios, um para cada patógeno: Rhizoctonia
solani., Pythium sp. e Fusarium oxysporum, desenvolvidos no Laboratório de
Fitopatologia e em casa de vegetação, no Departamento de Agronomia da
Universidade Estadual de Londrina – UEL, Londrina,PR.
Para cada ensaio, o delineamento experimental foi inteiramente
casualizado em esquema fatorial 5x6 (5 tratamentos: formulado comercial
Trichobel®, isolado selvagem, Ridomil® (Metalaxil), sem tratamento sem inoculação
do patógeno, e sem tratamento com inoculação do patógeno X 6 substratos - Tabela
2), com cinco repetições, 10 mudas formando uma repetição.
43
As amostras de solo foram coletadas de solos com cultivo de milho
(Th25) e cultivo de couve (Th37). Foram coletadas 10 sub-amostras de cada local e
homogeinizadas para formação da amostra composta.
O Trichoderma spp. empregado nos ensaios foi obtido por meio do
método de diluição seriada. Foram pesados 10g de solo, colocadas em Erlenmeyer
com 90 mL de água destilada e esterilizada, e homogeneizado em agitador a 200
rpm, por 15 minutos. Dessa suspensão, 1,0ml foi transferido para tubo de ensaio
contendo 9,0mL de água destilada e esterilizada e assim sucessivamente, fazendo-
se diluições em série até 10
-3
. Das suspensões das diluíções foram retiradas
alíquotas de 0,1 mL e plaqueadas em meio de Martin modificado (HOMECHIN,
1987), sendo espalhadas uniformemente com alça de Drigalsky e incubados em
câmaras BOD, à temperatura de 25°C, por sete dias, para posterior verificação do
crescimento das estruturas miceliais baseada nas características morfológicas e
estruturais do Trichoderma spp.
O isolado selvagen de Trichoderma spp. utilizado para o ensaio com
Pythium foi o Th37, isolado de solo com cultivo de couve, e para os ensaios com
Fusarium e Rhizoctonia foi utilizado o Th25, isolado de solo com cultivo de milho.
A multiplicação dos isolados de Trichoderma foi em palha de arroz e
milho triturado, misturados na proporção de 1:4:5 (palha de arroz:milho
triturado:água), os quais foram autoclavados em sacos plásticos de polipropileno e
após resfriamento, foram adicionados 10 discos de colônia de Trichoderma/saco,
crescidos em meio BDA, à 25°C, por sete dias. Os sacos de polipropileno foram
mantidos em câmaras tipo BOD por sete dias, à temperatura de 25°C.
Os isolados dos patógenos foram obtidos a partir de tecidos
sintomáticos de tomateiro, incubados por dois a cinco dias sob câmara úmida,
identificados com base nas características morfológicas e posterior plaqueamento
em meio BDA (batata-dextrose-ágar). Após a obtenção da cultura, confirmou-se e
patogenicidade dos isolados fúngicos em plântulas de tomateiro.
A multiplicação do inóculo dos patógenos foi em grãos de milho na
proporção de 1:1 (milho: água destilada), os quais foram autoclavados, colocados
em sacos plásticos de polipropileno e após resfriamento, foram adicionados 10
discos de colônia do patógeno/saco, crescidos em meio BDA, por sete dias, à
temperatura de 25°C, em escuro total. Os sacos plásticos foram mantidos em
câmaras BOD por sete dias, à temperatura de 25°C, em escuro total.
44
Os substratos não comerciais foram misturados na proporção
descrita na Tabela.2 e tratados à temperatura de 95ºC, durante três horas, por meio
de um sistema de calor úmido, no qual o vapor quente atravessa pelo substrato.
Tabela 2. Substratos avaliados.
Substratos
Composição
SA
Solo+areia+casca de arroz carbonizada+torta de filtro+ vermiculita
(3:3:2:2:2)*
SB
Solo + areia + vermiculita (1:1:2)*
SC
Solo + areia + casca de arroz carbonizada (1:1:2)*
SD
Germina Plant Horta Turfa Fértil® (turfa + perlita + calcário + fertilizante
mineral) Florestal S.A., Balneário Arroio da Silva, SC
SE
Solo + areia + torta de filtro (1:1:2)*
SF
Bioplant® (material de origem vegetal e vermiculita expandida) Bioplant
Misturadora Agropecuária Ltda, Nova Ponte, MG
*proporção das misturas.
A caracterização física dos substratos foi realizada por meio da
metodologia descrita por Guerrini e Trigueiro (2004) com algumas modificações na
temperatura da estufa, tempo de secagem e frascos utilizados. Foram utilizados
tubetes de polipropileno com capacidade de 50 cm
3
, os quais tiveram a abertura
inferior fechada com adesivos para evitar a perda de material. Os recipientes foram
identificados, pesados e preenchidos manualmente com substrato, o qual foi
compactado, usando-se um equipamento que simula as batidas para o
adensamento das partículas, semelhante ao que é utilizado para a produção de
mudas em escala comercial. Após o preenchimento dos tubetes, o substrato foi
submetido à saturação por água. O período inicial de encharcamento foi de uma
hora; em seguida, os tubetes foram colocados para drenagem por 30 min. A primeira
pesagem foi efetuada com o substrato encharcado. A segunda pesagem foi feita
após drenagem do tubete, os quais foram mantidos suspensos, com a superfície de
drenagem livre durante 12 h. Em seguida, transferiu-se o substrato drenado para
frascos erlenmeyer com capacidade de 500 ml e com tampas de alumínio, os quais
45
foram levados para estufa regulada a 80°C, onde permaneceram por 12 h. Após
este período, foram resfriados e pesados.
Para determinar os atributos físicos, foram usadas as seguintes
fórmulas: Macroporosidade (%) = [(A-B) / C] x 100, Microporosidade (%) = [(B-D-E) /
C] x 100, Porosidade total (%) = Macroporosidade +Microporosidade, Capacidade
máxima de retenção de água (50ml/cm
3
) = B-D-E, Densidade aparente do substrato
(g/cm
3
) = (D-E) / C. Em que A = peso do substrato encharcado, B = peso do
substrato drenado, C = volume do tubete, D = peso do substrato seco, E = peso do
tubete.
As análises da matéria orgânica e pH dos substratos foram
realizadas no laboratório de análise de solos da Faculdade Luiz Meneghel – FALM,
Bandeirantes, PR.
A inoculação dos patógenos procedeu-se através da introdução de
um grão de milho contaminado no fundo de cada célula. Após, foram preenchidas
com substrato comercial Turfafértil®. As mudas de tomateiro foram obtidas pela
semeadura de duas sementes/célula da cultivar Kada Gigante® (Sementes Top
Seed – AGRISTAR do Brasil Ltda), a uma profundidade de 0,5cm em bandejas
plásticas com 200 células com capacidade para 15 ml/célula.
A aplicação dos tratamentos biológicos e químico no substrato
procedeu-se no 1° dia (semeadura), 7° dia e 14° dia. Para os biocontroladores foram
aplicados 0,25L de solução por tratamento (50 células), na concentração de 10
8
conídios/ml, e para o tratamento químico foi aplicado 0,25g do produto Ridomil®
diluído em 250 gramas de água.
Após a emergência das sementes, foram realizadas avaliações da
incidência do tombamento pré-emergente, de acordo com a porcentagem de
plântulas germinadas e o desbaste no 10° dia após a semeadura, deixando-se uma
planta por célula. Em seguida, foram realizadas avaliações semanais, verificando a
ocorrência de tombamento ou não e, próximo ao 30° dia, procedeu-se a avaliação
da altura das plântulas, comprimento das raízes, peso fresco da parte aérea e
radicular.
Os resultados obtidos foram submetidos à análise de variância e as
médias dos tratamentos comparadas pelo teste de Scott-knott em nível de 5% de
probabilidade de erro, utilizando o programa SISVAR (FERREIRA, 2000) .
46
RESULTADOS
Caracterização Física e Química dos Substratos
Os resultados da caracterização física dos substratos (Tabela.3)
mostram maior porcentagem da macroporosidade no substrato SA (solo + areia +
vermiculita + palha de arroz carbonizada + torta de filtro). A microporosidade,
porosidade total, capacidade máxima de retenção de água, mostram maiores
porcentagens nos substratos SD (Turfa Fértil®), SE (solo + areia + torta de filtro) e
SF (Bioplant®), e em relação aos resultados da densidade aparente do substrato,
foram somente os substratos comerciais SD (Turfa Fértil®) e SF (Bioplant®).
Tabela 3. Atributos físicos dos substratos.
Substratos**
MA* (%)
MI*(%)
PT*(%)
CMRA*(50ml/cm
3
)
DAS*(g/cm
3
)
SA
4,8
34,6
39,4
17,3
0,31
SB
3,2
38,0
41,2
19,0
0,51
SC
3,2
37,2
40,4
18,6
0,54
SD
3,2
43,6
46,8
21,8
0,02
SE
3,2
43,0
46,2
21,5
0,48
SF
3,2
42,4
45,6
21,2
0,07
*MA: macroporosidade, MI: microporosidade, PT: porosidade total, CMRA:
capacidade máxima de retenção de água, DAS: densidade aparente do substrato.
**substratos: SA – solo+areia+vermiculita+palha de arroz carbonizada+torta de filtro;
SB – solo+areia+vermiculita; SC – solo+areia+palha de arroz carbonizada; SD –
comercial Turfafertil®; SE – solo+areia+torta de filtro; SF – comercial Bioplant®.
Nas análises da matéria orgânica, os substratos apresentaram níveis
de 32,2g/Kg (SA); 2,7g/Kg (SB); 2,7g/Kg (SC); 402,6g/Kg (SD); 40,3g/Kg (SE) e
228,1g/Kg (SF). E os resultados das análise do pH (CaCl
2
) mostraram pH de 6,6
(SA); 6,4 (SB); 5,6 (SC); 5,5 (SD); 7,1 (SE) e 5,0 (SF).
47
Teste com Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici
No ensaio desenvolvido com Fusarium oxysporum (Tabela.4), os
melhores resultados de controle do tombamento de plântulas de tomateiro foram
obtidos pelos tratamentos T22(SD), T23(SE) e T24(SF), aos quais foi aplicado o
produto comercial Trichobel®, e pelos tratamentos T28(SD) e T30(SF), aplicado
isolado selvagem de Trichoderma spp. Entre esses tratamentos, a porcentagem de
tombamento variou de 0% e 3%, mostrando uma maior eficiência no controle.
Observou-se que nos diferentes controles, o químico com Ridomil®,
biológico com produto comercial e biológico com isolado selvagem, a menor
porcentagem de tombamento ocorreu nos substratos comerciais Turfa Fertil® e
Bioplant®, assim como o substrato SE (solo+areia+torta de filtro), com aplicação de
controle biológico do produto comercial, que também apresentou baixa porcentagem
de tombamento.
Entre os tratamentos do controle químico, o T16 (SD – Turfa Fertil®)
e T18 (SF - Bioplant®) apresentaram porcentagem de tombamento de 7% e 8%,
respectivamente, sendo que os demais T13(SA), T14(SB), T15(SC) e T17(SE),
apresentaram 13%, 14%, 13% e 10% de tombamento, respectivamente,
semelhantes aos tratamentos T10 e T12 STCI (sem tratamento e com inoculação do
patógeno).
Quanto à germinação, que variou de 88% a 100%, não houve
diferença significativa entre todos os tratamentos.
Na avaliação de altura da plântula, observaram-se os melhores
resultados nos tratamentos T6, T18, T24, T30, T4, T16 e T22, os quatro primeiros
com substrato Bioplant® e outros três, com Turfa Fertil®. Para comprimento de raiz,
as maiores foram observados em T4 Turfa Fertil® e T12 Bioplant®.
Quanto ao peso da parte aérea, observaram-se os melhores
resultados nos tratamentos T6, T24, T30, T4, T22 e T28, os três primeiros com
substrato Bioplant® e outros três, com Turfa Fertil®. O maior peso de raiz também
foi observado nos tratamentos T28 e T30.
48
Teste com Pythium sp.
Nos resultados obtidos no ensaio com Pythium sp. (Tabela.5), a
maior taxa de controle de tombamento foi observada nos tratamentos T10, T16, T22
e T28 (Turfa Fertil®); T12, T18, T24 e T30 (Bioplant®); e T23 (SE - solo+areia+torta
de filtro). Comparando esses tratamentos em relação às aplicações do controle
químico com Ridomil®, controle biológico com produto comercial e biológico com
isolado selvagem; não houve diferença significativa entre eles.
A germinação variou de 13% a 98%, verificando maior porcentagem
com substrato Turfa Fertil® e Bioplant®. Nas testemunhas sem tratamento e sem
inoculação (STSI), observou-se porcentagem alta de germinação em todos os
substratos.
Quanto à altura da plântula e ao comprimento de raiz, observaram-
se os melhores resultados com substrato Turfa Fertil® e Bioplant®, inclusive no
substrato SA e SB da testemunha (STSI), sem tratamento e sem inoculação do
patógeno, SA e SB do tratamento com produto biológico comercial Trichobel®.
Quanto ao peso, na parte aérea, observaram-se os melhores
resultados nos tratamentos T16, T22 e T28 (Turfa Fertil®) e T18(Bioplant®). Os
resultados com maior peso de raiz foram nas testemunhas sem tratamento e sem
inoculação do patógeno, seguido dos tratamentos T28 e T22, ambos com substrato
comercial Turfa Fertil®.
Teste com Rhizoctonia solani
De acordo com os resultados (Tabela.6), os tratamentos que
obtiveram menor porcentagem de tombamento foram T22(SD) e T24(SF), com
aplicações de controle biológico com produto comercial Trichobel®, e T28(SD) e
T30(SF), com aplicações de controle biológico com isolado selvagem de
Trichoderma spp.
Nesse teste com R.solani, os substratos SD (Turfa Fértil®) e SF
(Bioplant®) também apresentaram influência no controle de tombamento, assim
como nos testes anteriores com Fusarium e Pythium. Mas esse apresentou maior
diferença em relação às aplicações química e biológica.
49
Os maiores percentuais de germinação foram observados nos
tratamentos T25(SA), T26(SB), T27(SC), T28(SD), T29(SE) e T30(SF), com
aplicações do isolado selvagem de Trichoderma spp., e T24(SF), com aplicação de
produto comercial Trichobel®, demonstrando que houve maior controle do
tombamento pré-emergente quando aplicado o isolado selvagem (T25 a T30),
independente do substrato.
A avaliação da altura das plântulas, comprimento de raízes e peso
foram semelhantes aos ensaios anteriores de Fusarium e Pythium, apresentando os
melhores resultados os tratamentos com substratos Turfa Fertil® e Bioplant®.
DISCUSSÃO
Nos ensaios de Fusarium oxysporum e Pythium sp. relatou-se menor
porcentagem de tombamento devido aos substratos utilizados Turfa Fertil® e
Bioplant® e não devido às aplicações de controle químico e biológico, pois nas
testemunhas T10 (Turfa Fertil®) e T12 (Bioplant®) não foram feitas aplicações e o
controle foi semelhante ao tratamento químico, mostrando que as aplicações de
controle químico e biológico não influenciaram no controle.
No teste de Rhizoctonia solani. foi observado eficiência no controle
com aplicações de Trichoderma spp., tanto do produto comercial como do isolado
selvagem, quando comparado ao controle do produto químico, que também mostrou
controle do tombamento, mas com porcentagens inferiores ao controle biológico.
Howell (2003) relatou a importância do controle biológico de doenças
de plantas com a utilização de Trichoderma spp., principalmente as causadas por
fitopatógenos como a R. solani, devido a alta eficiência dos mecanismos de ação
como parasitismo pela penetração do Trichoderma spp. nos micélios de R. solani,
antibiose pela produção de metabólitos inibidores do crescimento e esporulação de
Trichoderma spp. e competição por nutrientes e oxigênio.
A efetividade das aplicações de controle biológico foram
comprovadas devido aos resultados do ensaio com R. solani, pois nesse ensaio as
testemunhas STCI (sem tratamento e com inoculação) apresentaram porcentagens
de tombamento significativamente superiores aos tratamentos com aplicações. Mas
também ocorreu certa influência dos dois substratos Turfa Fertil® e Bioplant®, pois
50
nos tratamentos com as aplicações de controle biológico, juntamente com esses
dois substratos, a porcentagem de tombamento foi menor.
Os substratos elaborados por meio das misturas com solo, areia,
vermiculita e casca de arroz carbonizada, não apresentaram resultados
significativos, somente em alguns tratamentos com adição de torta de filtro pode ser
observado alguma eficiência. Para o melhor aproveitamento desses materiais deve
haver uma elaboração adequada de acordo com as características físicas e
químicas para a formulação de substratos que tenham um potencial de uso no
sistema de produção de mudas.
A eficiência dos substratos Fertil® e Bioplant® pode estar associado
às suas características físicas e químicas, que proporcionaram condições favoráveis
para o melhor desenvolvimento das mudas e conseqüentemente, reduzindo a
predisposição à patógenos. Possivelmente, devido aos altos níveis de matéria
orgânica presente nos substratos e o pH ácido, assim como a maior capacidade de
retenção de água e a menor densidade aparente do substrato.
Segundo Fernandes et al. (2006), a densidade é uma importante
propriedade para o manejo, uma vez que o substrato e recipientes são transportados
e manipulados, podendo influenciar nos custos de transporte e infraestrutura
necessária para sua utilização.
Em trabalhos realizados por Woo (1986), relatou-se a diminuição da
população de Trichoderma spp. em solos com baixo teor de umidade e em relação a
incorporação de matéria orgânica, observou significativo aumento da população. A
umidade é considerada um dos fatores que mais influenciam na manutenção da
distribuição natural das várias espécies de Trichoderma spp. e na capacidade deles
em colonizar a rizosfera para competir com os patógenos (DANIELSON E DAVEY,
1973), bem como a filosfera (HANNUSCH e BOLAND, 1996). Melo (1998) relatou
que o fungo Trichoderma spp. tem ampla distribuição no mundo, em praticamente
todos os tipos de solos e habitats naturais, especialmente, naqueles que contém ou
são formados de matéria orgânica.
Howell (2003) relatou que os mecanismos de ação do controle
biológico são influenciados pelo substrato ou solo, temperatura e pH. Confirmando
trabalhos de Papavizas (1985) e Harman e Taylor (1988), que relataram que o pH
pode influenciar o parasitismo de biocontroladores como Trichoderma spp., que são
geralmente favorecidos por solos ácidos.
51
Os conhecimentos a respeito do desempenho desses substratos
correlacionados com controle químico e biológico de doenças são escassos.
Nascimento et al. (2003), testando apenas a germinação de hortaliças com tipos de
substratos diferentes, observaram que o substrato Turfa Fértil® proporcionou
excelentes resultados de germinação, assim como Gomes et al. (2008), mas
trabalhando com o substrato Bioplant®.
Sobre a eficiência antagônica de isolados selvagens de Trichoderma
spp. no controle de doenças existem inúmeros relatos como de Elad et al. (1980),
Hadar et al.(1987), Larkin et al. (1998), Naseby et al. (2000), Howell (2003), Harman
et al. (2004) Asran-Amal et al. (2005) e Woo et al. (2006).
Hadar et al. (1987), em estudos com Rhizoctonia solani, relataram a
capacidade de isolados selvagens de Trichoderma harzianum em colonizar o micélio
de R. solani, diminuindo efetivamente os danos causados por esse patógeno. Asran-
Amal et al. (2005), também testaram isolados de Trichoderma spp. contra
Rhizoctonia solani em testes in vivo apresentando dados satisfatórios para o
controle de doenças.
52
Tabela 4. Efeito de substratos e biocontroladores frente à Fusarium oxysporum.
Tratamentos
Substrato
Parte Aérea
Parte Radicular
Germinação
(%)
Tombamento
(%)
A(cm)
P(g)
C(cm)
P(g)
T01 STSI / SA
6,7c
0,8d
6,7d
0,6f
96a
0a
T02 STSI / SB
6,0b
0,8d
7,0e
0,5f
96a
0a
T03 STSI / SC
6,3b
0,6c
5,8b
0,5e
92a
0a
T04 STSI / SD
9,6f
1,1g
8,1f
0,7g
91a
0a
T05 STSI / SE
6,0b
0,8d
5,8b
0,5e
94a
0a
T06 STSI / SF
9,3f
0,9f
6,2c
0,6f
93a
0a
T07 STCI / AS
5,7a
0,7c
5,1a
0,3b
95a
33g
T08 STCI / SB
6,2b
0,4a
4,8a
0,3a
95a
25f
T09 STCI / SC
6,5c
0,5a
5,8b
0,3a
88a
23f
T10 STCI / SD
7,6d
0,7d
7,4e
0,4d
98a
11d
T11 STCI / SE
5,4a
0,5b
5,1a
0,3a
91a
18e
T12 STCI / SF
7,8d
0,7d
8,4f
0,5e
94a
9c
T13 Q / SA
8,0d
0,6b
5,1a
0,6f
98a
13d
T14 Q / SB
6,5c
0,6b
5,3a
0,4c
96a
14d
T15 Q / SC
6,8c
0,5b
4,8a
0,4d
93a
13d
T16 Q / SD
8,6e
0,8e
6,1c
0,7g
88a
7c
T17 Q / SE
6,3b
0,6b
5,6b
0,3b
91a
10c
T18 Q / SF
8,3e
0,8e
6,9e
0,5e
97a
8c
T19 BC / SA
6,3b
0,9e
5,6b
0,6g
92a
13d
T20 BC / SB
6,7c
0,8d
5,6b
0,6f
93a
10c
T21 BC / SC
6,5c
0,7c
5,2a
0,4d
95a
12d
T22 BC / SD
8,6e
1,0f
7,1e
0,6f
92a
2b
T23 BC / SE
7,3c
0,8e
5,3a
0,5d
97a
3b
T24 BC / SF
8,4e
0,9f
6,3d
0,6f
100a
3b
T25 BS / SA
7,0c
0,8d
5,4a
0,8i
92a
11d
T26 BS / SB
6,9c
0,8e
5,0a
0,8i
93a
7c
T27 BS / SC
6,9c
0,7c
5,0a
0,7h
97a
9c
T28 BS / SD
7,7d
1,0f
6,6d
0,8j
88a
2b
T29 BS / SE
6,8c
0,8e
5,5b
0,7g
92a
10c
T30 BS / SF
8,2e
1,0f
6,7d
0,9j
96a
3b
CV(%)
6,2
8
5,9
5,6
5,8
24,9
Média geral
7,1
0,7
6
0,5
93,7
8,9
Médias seguidas pela mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste Scott-knott, em
nível de 5% de significância. A=altura, C=comprimento e P=peso.
*tratamentos: STSI – sem tratamento e sem inoculação do patógeno; STCI - sem tratamento
e com inoculação do patógeno, Q – controle químico; BC – controle biológico com produto
comercial; BS – controle biológico com isolado selvagem.
**substratos: SA – solo+areia+vermiculita+palha de arroz carbonizada+torta de filtro; SB –
solo+areia+vermiculita; SC – solo+areia+palha de arroz carbonizada; SD – comercial
Turfafertil®; SE – solo+areia+torta de filtro; SF – comercial Bioplant®.
53
Tabela 5. Efeito de substratos e biocontroladores frenta à Pythium sp.
Tratamentos
Parte Aérea
Parte Radicular
Germinaçã
o (%)
Tombament
o (%)
A(cm)
P(g)
C(cm)
P(g)
T01 STSI / SA
7,0e
0,6j
6,3f
0,4i
93 e
0a
T02 STSI / SB
7,3f
0,5h
5,9e
0,5k
89 e
0a
T03 STSI / SC
6,6d
0,5i
5,7d
0,5j
90 e
0a
T04 STSI / SD
6,6d
0,6m
6,5g
0,6l
97 e
0a
T05 STSI / SE
6,5d
0,5h
5,6d
0,5k
89 e
0a
T06 STSI / SF
7,0e
0,6l
6,5g
0,6l
98 e
0a
T07 STCI / AS
5,2a
0,2b
5,6d
0,2b
47 c
22 e
T08 STCI / SB
5,1a
0,2b
5,3c
0,2c
50 c
12 c
T09 STCI / SC
5,0a
0,2b
5,0b
0,1a
47 c
27 f
T10 STCI / SD
6,6d
0,3c
5,9e
0,3g
87 e
7 b
T11 STCI / SE
5,1a
0,1a
4,5a
0,2d
29 b
24 e
T12 STCI / SF
7,2f
0,3d
6,4g
0,3f
91 e
5 b
T13 Q / SA
6,6d
0,5i
5,6d
0,2d
21 a
15 d
T14 Q / SB
6,4c
0,5i
5,4c
0,2c
42 c
16 d
T15 Q / SC
6,3c
0,5h
5,1b
0,1a
45 c
16 d
T16 Q / SD
6,9e
0,6l
6,3f
0,3g
95 e
5 b
T17 Q / SE
6,0b
0,5h
5,3c
0,2d
68 d
11 c
T18 Q / SF
6,6d
0,6m
6,1e
0,3e
96 e
5 b
T19 BC / SA
6,4c
0,5i
6,2f
0,3g
13 a
11 c
T20 BC / SB
6,6d
0,5g
6,2f
0,3g
53 c
11 c
T21 BC / SC
6,3c
0,5h
5,9e
0,3g
55 c
11 c
T22 BC / SD
6,7d
0,6k
6,7g
0,4i
91 e
5 b
T23 BC / SE
6,7d
0,5i
5,3c
0,3g
28 b
7 b
T24 BC / SF
6,9e
0,6j
6,2f
0,3g
87 e
5 b
T25 BS / SA
6,6d
0,5i
5,3c
0,3f
17 a
12 c
T26 BS / SB
6,3c
0,4f
5,1b
0,3g
23 b
13 c
T27 BS / SC
5,9b
0,4f
5,3c
0,3f
15 a
17 d
T28 BS / SD
6,8e
0,6k
6,3f
0,4i
82 e
3 b
T29 BS / SE
6,1c
0,4e
5,5d
0,3g
32 b
10 c
T30 BS / SF
6,9e
0,5i
6,2f
0,4h
90 e
4 b
CV(%)
2,9
3,8
3,7
5,5
16,4
27
Média geral
6,4
0,5
5,8
0,3
62
9,1
Médias seguidas pela mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste Scott-knott, em
nível de 5% de significância. A=altura, C=comprimento e P=peso.
*tratamentos: STSI – sem tratamento e sem inoculação do patógeno; STCI - sem tratamento
e com inoculação do patógeno, Q – controle químico; BC – controle biológico com produto
comercial; BS – controle biológico com isolado selvagem.
**substratos: SA – solo+areia+vermiculita+palha de arroz carbonizada+torta de filtro; SB –
solo+areia+vermiculita; SC – solo+areia+palha de arroz carbonizada; SD – comercial
Turfafertil®; SE – solo+areia+torta de filtro; SF – comercial Bioplant®.
54
Tabela 6. Efeito de substratos e biocontroladores frente à Rhizoctonia solani.
Tratamentos
Parte Aérea
Parte Radicular
Germinação
(%)
Tombamento
(%)
A(cm)
P(g)
C(cm)
P(g)
T01 STSI / SA
6,5b
0,8d
5,7d
0,5d
90 e
0a
T02 STSI / SB
6,0a
0,8d
6,7e
0,6e
91 e
0a
T03 STSI / SC
6,1a
0,8d
7,0e
0,5e
96 e
0a
T04 STSI / SD
6,9c
1,0e
6,2d
0,6f
97 e
0a
T05 STSI / SE
6,3b
0,6c
5,9d
0,5d
93 e
0a
T06 STSI / SF
9,3g
1,1f
8,1g
0,7g
96 e
0a
T07 STCI / AS
6,2a
0,6b
5,1c
0,3a
49 c
42 i
T08 STCI / SB
6,5b
0,7c
5,1c
0,3a
19 a
56 j
T09 STCI / SC
5,7a
0,4a
4,9b
0,3a
27 a
55 j
T10 STCI / SD
8,0e
0,7d
8,5g
0,6f
59 c
22 f
T11 STCI / SE
8,1e
0,5a
5,9d
0,5c
76 d
35 h
T12 STCI / SF
7,5d
0,7d
7,5f
0,4c
92 e
28 g
T13 Q / SA
6,7c
0,6b
5,3c
0,5d
59 c
17 e
T14 Q / SB
6,4b
0,6b
5,1c
0,4b
62 c
27 g
T15 Q / SC
6,4b
0,6b
5,4c
0,4c
68 d
23 f
T16 Q / SD
8,2e
0,8d
7,3f
0,6f
59 c
11 d
T17 Q / SE
6,3b
0,6c
4,7b
0,5c
87 e
22 f
T18 Q / SF
8,6f
0,8d
6,1d
0,7g
74 d
12 d
T19 BC / SA
6,7c
0,8d
4,7b
0,6f
62 c
12 d
T20 BC / SB
6,3b
0,9d
4,9b
0,5e
39 b
17 e
T21 BC / SC
7,2c
0,8d
4,0a
0,6e
23 a
19 e
T22 BC / SD
8,4f
1,0e
6,9e
0,8h
55 c
3 b
T23 BC / SE
6,5b
0,7c
5,9d
0,5c
70 d
12 d
T24 BC / SF
8,6f
1,0e
7,0e
0,6f
80 d
5 b
T25 BS / SA
7,0c
0,8d
6,1d
0,6f
66 d
13 d
T26 BS / SB
6,9c
0,8d
5,6d
0,5d
63 c
16 e
T27 BS / SC
7,2c
0,8d
6,8e
0,5e
51 c
12 d
T28 BS / SD
8,2e
1,0e
7,2f
0,7g
42 b
0a
T29 BS / SE
7,0c
0,7c
5,3c
0,6f
73 d
8 c
T30 BS / SF
7,9e
1,0e
7,3f
0,7g
74 d
3 b
CV(%)
4,6
8,1
5,6
5
15,5
15,7
Média geral
7,1
0,8
6,1
0,5
66,4
15,7
Médias seguidas pela mesma letra na coluna não diferem entre si pelo teste Scott-knott, em
nível de 5% de significância. A=altura, C=comprimento e P=peso.
*tratamentos: STSI – sem tratamento e sem inoculação do patógeno; STCI - sem tratamento
e com inoculação do patógeno, Q – controle químico; BC – controle biológico com produto
comercial; BS – controle biológico com isolado selvagem.
**substratos: SA – solo+areia+vermiculita+palha de arroz carbonizada+torta de filtro; SB –
solo+areia+vermiculita; SC – solo+areia+palha de arroz carbonizada; SD – comercial
Turfafertil®; SE – solo+areia+torta de filtro; SF – comercial Bioplant®.
55
CONCLUSÃO
No sistema produção de mudas, a utilização de substratos
comerciais como Bioplant® e Turfa Fértil® é mais indicada e mais segura, devido as
características físicas e químicas presentes em cada um, podendo influenciar até
mesmo na ocorrência de alguns patógenos Rhizoctonia solani, Pythium sp. e
Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici.
A aplicação de microrganismos biocontroladores, tanto com produtos
comerciais como isolados selvagens de Trichoderma spp., é mais eficiente para o
controle de tombamento de mudas de tomateiro causado por Rhizoctonia solani,
diminuindo a incidência do patógeno e favorecendo o desenvolvimento das
plântulas. No caso do controle de Pythium sp. e Fusarium oxysporum f.sp.
lycopersici, a aplicação de produtos químico ou biológico não mostra diferença no
controle de tombamento.
REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA
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59
5 CONSIDERAÇÕES FINAIS
Para o sistema de produção de mudas de tomateiro, a seleção dos
melhores substratos pode fazer a diferença no sucesso da produção final.
Normalmente os substratos comerciais apresentam um maior equilíbrio na sua
composição química e física, o que facilita o desenvolvimento das mudas. Mas a
adição de agentes de controle biológico também pode ajudar como promotor de
crescimento ou oferecendo maior defesa da plântula contra a ação dos patógenos
ou diminuição da concentração do seu inóculo.
A utilização desses métodos alternativos para o controle de doenças
de plantas e a redução da aplicação de produtos químicos pode levar a um maior
equilíbrio no agroecossistema, reduzindo significativamente problemas causados por
fitopatógenos. Nesse sentido, a seleção de microrganismos biocontroladores é a
principal etapa dos programas de controle biológico, por meio da identificação dos
mecanismos de ação dos diferentes antagonistas existentes na natureza e seus
potenciais.
Após a introdução de um agente microbiano como o Trichoderma
spp., primeiramente ocorre seu estabelecimento e em seguida as interações
antagônicas com o patógeno, mostrando-se um processo extremamente sensível e
de longo prazo, quando comparado a agricultura convencional com controle químico.
Portanto, vários fatores devem ser levados em consideração, principalmente os
fatores ambientais, que influenciam diretamente no desenvolvimento do antagonista
e desempenho das suas atividades ou ativação dos mecanismos de ação.
60
6 REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA
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