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Guillermo Carlos Veiga de Oliveira
AVALIAÇÃO DA EFICÁCIA E DOS EFEITOS
RESPIRATÓRIOS DA ANESTESIA PERIDURAL TORÁCICA
EM CÃES
Dissertação apresentada à Faculdade de
Medicina, Universidade Estadual Paulista
“Júlio de Mesquita Filho”, Câmpus de
Botucatu, para a obtenção do título de
Mestre em Anestesiologia.
Botucatu 2009
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Guillermo Carlos Veiga de Oliveira
AVALIAÇÃO DA EFICÁCIA E DOS EFEITOS RESPIRATÓRIOS DA
ANESTESIA PERIDURAL TORÁCICA EM CÃES
Dissertação apresentada à Faculdade de
Medicina, Universidade Estadual Paulista
"Júlio de Mesquita Filho", Câmpus de
Botucatu, para a obtenção do título de
Mestre em Anestesiologia.
Orientadora: Profa. Adj. Valéria Nobre Leal de Souza Oliva
Botucatu 2009
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FICHA CATALOGRÁFICA ELABORADA PELA SEÇÃO TÉCNICA DE AQUISIÇÃO E TRATAMENTO
DA INFORMAÇÃO
DIVISÃO TÉCNICA DE BIBLIOTECA E DOCUMENTAÇÃO - CAMPUS DE BOTUCATU - UNESP
BIBLIOTECÁRIA RESPONSÁVEL: Selma Maria de Jesus
Oliveira, Guillermo Carlos Veiga de.
Avaliação da eficácia e dos efeitos respiratórios da anestesia peridural
torácica em cães / Guillermo Carlos Veiga de Oliveira. – Botucatu : [s.n.],
2009
Dissertação (mestrado) – Universidade Estadual Paulista, Faculdade de
Medicina Veterinária e Zootecnia, Botucatu, 2009.
Orientadora: Valéria Nobre Leal de Souza Oliva
Assunto CAPES: 50501011
1. Anestesia veterinária 2. Cão - Anestesia
CDD 636.7089796
Palavras-chave: Cães; Cateter peridural; Peridural torácia; Ropivacaína
Dados curriculares
Guillermo Carlos Veiga de Oliveira
Nascimento 04/04/1979
Filiação Maria Julia Alão de Oliveira
Guillermo Francisco Veiga Martinez
1997/2002 Curso de Graduação em Medicina Veterinária
Centro Universitário Monte Serrat - UNIMONTE
Santos - SP
2004/2006 Especialização em Anestesiologia Veterinária
Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia – FMVZ
Universidade Estadual Paulista – UNESP – Câmpus de Botucatu
Orientador: Prof. Adj. Stélio Pacca Loureiro Luna
2005/2007 Residência em Clínica, Cirurgia e Anestesiologia Veterinária
Ênfase em Anestesiologia Veterinária
Universidade Estadual Paulista Julio de Mesquita Filho – UNESP
Araçatuba - SP
Orientadora: Profa. Adj. Valéria Nobre Leal de Souza Oliva
Dedicatória
A minha avó Ercilia (in memorian) e minha mãe Maria Julia
Pelo exemplo de dedicação e amor incondicionais;
e, por terem como meta de suas vidas, minha formação pessoal e profissional.
Aos irmãos que a vida me deu, Márcio e Daniela
Pelo apoio em todas as fases da minha vida, mesmo a distância...
Agradecimentos especiais
A minha orientadora,
Professora Adj. Valéria Nobre Leal de Souza Oliva
Pela orientação durante a residência e o curso de mestrado,
Pelo exemplo transmitido durante os anos de convivência, de pessoa
correta e justa.
Pela disposição, ”paciência”, confiança, principalmente a chance que me deu
em um momento difícil e oportunidade,
O meu muito obrigado!
Agradecimentos
Ao Departamento de Anestesiologia da Faculdade de Medicina – UNESP – Câmpus de
Botucatu, pelo apoio e contribuição durante o curso de Pós-Graduação, em especial ao
Professor Titular José Reinaldo Cerqueira Braz, pelo apoio com o cateter peridural.
Ao Professor Dr. Paulo Sérgio dos Santos Patto pelo auxílio durante os momentos tensos no
experimento, sempre levando alegria e harmonia a equipe, além de tudo um grande amigo!
Ao Departamento de Clínica, Cirurgia e Reprodução Animal do Curso de Medicina
Veterinária – UNESP – Câmpus de Araçatuba pela disponibilidade de realização da parte
experimental em suas dependências;
Aos Professores Doutores Francisco José Teixeira Neto, Stélio Pacca Loureiro Luna e
Antonio José de Araújo Aguiar, pelos ensinamentos durante o curso de especialização que
foram fundamentais na elaboração deste projeto.
Ao Departamento de Clínica, Cirurgia e Reprodução Animal da UNESP – Câmpus de
Araçatuba, em especial a Professora Dra. Suely Mogami Bomfim, pelo uso do aparelho de
hemogasometria e exames dos animais. Professora Luciana Ciarlini, pelo uso do aparelho
de raio X.
Aos funcionários do Departamento de Anestesiologia da Faculdade de Medicina – UNESP –
Câmpus de Botucatu, Neli Aparecida Pavan e Danilo Godoy; e da Seção de Pós-graduação;
Nathanael P. Salles e Regina Célia Spadin;
As colegas de equipe Carolina Vivan, Bianca Paludeto, Beatriz Perez, Thaís Meneghetti,
pela presença constante em todos os momentos e pela ajuda sem a qual seria impossível
realizar este trabalho;
Aos amigos conquistados durante a residência e pós-graduação: Alexandre Redson,
Dorival, Ana Amélia, Rafael, Rubia Bueno, Thiago Carreo, Juliana Peloi, Fernando (Squem),
Alexandre (Bahia), Camila Mathias, Adriana Japa, Lilian Bevilaqua, Bruno Lins, Claudio
Rossi, Mauricio Zanette, Jiancarlo, Paulo Steagall (Pankeka), Suzane Beier, Yuri Karacas
(Bambi), Carolina Dini Nuno Pereira, Marina Dessen, Monally Aquino, Carolina Soares,
Milena Viol, Vanessa, Priscila Mitie, Elton, Naty Pola e Naty Campos, Michelly Sbrana.
A grande amizade dos odontólogos Michel Messora e Luis Augusto Esper valeu pela força!
As grandes amigas Lídia Matsubara e Daniela Campagnol (Xiguela), valeu pelas dicas!
Aos eternos amigos, William, Alex, Carmona, Marcio Poste, Luciano, Fabio Antonio.
A minha namorada Luciane, pela paciência, amor e força, nas horas difíceis. Aos meus
sogros, Leonídio e Marilene pela força no final desta etapa.
Aos Veterinários, Rob, Thiagão Poita, Luis Ventura, Guilherme Marietto, Ulisses, Tatiana
Madrid, Renato Costa, Claudia Facca, Claudio Pellegrini, Nicolino, Bianca, por acreditarem
no meu trabalho.
A Profa. Dra. Sílvia Helena Venturolli Perri pela realização da análise estatística;
À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) pela bolsa
concedida durante o curso de mestrado e pelo auxílio financeiro;
A todos que contribuíram de alguma forma para a realização desse experimento;
Aos meus meninos: Geroge Bush, Hugo Chávez, Tony Blair, Fidel Castro, Rott dog, Van
Dame, Zé Pequeno, Brad Pitt (Peludão) e Angelina Jolie (Peludona). Sem vocês nada disso
seria possível... boa sorte em seus novos lares!
“O valor das coisas não está no tempo em que elas
duram, mas na intensidade com que acontecem.
Por isso, existem momentos inesquecíveis, coisas
inexplicáveis e pessoas incomparáveis”
Fernando Pessoa
RESUMO
Foi realizado estudo experimental em cães para avaliar a eficácia da anestesia
peridural torácica e seus efeitos na respiração, comparando-se dois volumes, 0,25 e 0,33
ml/kg do anestésico local ropivacaína a 0,75%. Para isso foram utilizados oito animais, sem
raça definida, com idade entre um e três anos, com peso médio de 24,7 ± 6,3 Kg, em boas
condições de saúde. Para isso foi necessária anestesia prévia dos animais a fim de se
determinar a concentração anestésica mínima na qual o animal apresentasse resposta
positiva a um estímulo elétrico. Sendo assim a indução foi realizada com isofluorano na
concentração inicial de 5% no vaporizador calibrado, através de máscara facial e a
intubação foi efetuada. O estímulo elétrico foi realizado com corrente de 50 V em 50 ciclos/s
de 10 milisegundos. Se a resposta fosse negativa, a concentração era reduzida em 0,2%,
sendo o procedimento repetido até que o animal apresentasse resposta positiva para a
determinação do estímulo supra máximo positivo. Um cateter peridural foi introduzido do
espaço lombossacro até a região torácica das vértebras T1-T2. Foi administrada ropivacaína
e as avaliações foram realizadas por dois avaliadores que não tinham conhecimento do
tratamento utilizado. Os parâmetros aferidos foram freqüência cardíaca, respiratória,
pressões arteriais, ritmo cardíaco, concentração expirada de CO
2
, volume minuto, volume
corrente, hemogasometria e temperatura esofágica. A avaliação do bloqueio sensitivo foi
realizada através da avaliação do estímulo elétrico e de pinçamento da pele para avaliação
do panículo nervoso. Houve redução da freqüência cardíaca e de pressão arterial, o que
revela um bloqueio simpático com os dois grupos. Houve depressão respiratória, pois os
dois grupos apresentaram elevação do CO
2
, e foram colocados sob ventilação controlada, o
que impediu a avaliação completa da ventilação espontânea. O teste de pinçamento da pele
mostrou um bloqueio extenso com perda do panículo nervoso nos dois grupos, sem
diferença estatística entre eles. O teste de estimulação elétrica mostra o bloqueio ocorreu de
forma mais gradual no grupo 0,25 ml/kg. Não houve problemas quanto à recuperação e o
tempo de recuperação foi similar entre os grupos. A anestesia peridural torácica foi eficaz
em realizar bloqueio sensitivo, em ambos os grupos, porém levou a bloqueio simpático,
houve depressão respiratória em ambos os grupos. Concluiu-se também que a técnica foi
eficaz, mas necessita de aprimoramento devido ao alto índice de complicações relacionadas
ao cateter peridural.
PALAVRAS-CHAVE: cães, peridural torácica, ropivacaína, cateter peridural
ABSTRACT
Experimental study was conducted in dogs to assess the effectiveness of the thoracic
epidural anesthesia and their effects on respiration, compared two volumes, 0.25 and 0.33
ml / kg of local anesthetic ropivacaine at 0.75%. For that eight animals were used, mixed
breed, aged between one and three years, with average weight of 24.7 ± 6.3 kg, in good
health. For this was required anesthesia of the animals prior to find the minimum anesthesia
concentration that the animal had a positive response to electrical stimulation. Thus the
induction was performed with isoflurane in the initial concentration of 5% in precision
vaporizer by face mask and intubation was performed. The electrical stimulation was
performed with current of 50 V at 50 cycles / s, 10 milliseconds. If the purposeful gross
movement was negative, the concentration was reduced by 0.2%, and the procedure
repeated until the animal had a positive response for determining the maximum positive
stimulus above. An epidural catheter was introduced into the space lombossacro to the
region of thoracic vertebrae T1-T2. Ropivacaine was administered and the evaluations were
conducted by two evaluators who were not aware of treatment used. The parameters were
measured heart rate, breathing, blood pressure, heart rate, expired concentration of CO
2
,
minute volume, tidal volume, blood gas and esophageal temperature. The assessment of
sensory block was done through evaluation of electrical stimulation and clamping the skin to
assess the panículous nervous. Decreased heart rate and blood pressure, which shows a
sympathetic block with the two groups. There was respiratory depression, since both groups
had elevation of CO
2
, and were placed under controlled ventilation, which prevented the
evaluation of spontaneous ventilation. The pinch of the skin test showed a blockage in
extensive loss of nerve panículous in two groups, with no statistical difference between them.
The electrical stimulation test shows the block occurred more gradually in the 0.25 ml / kg.
There were no problems with recovery and the recovery time was similar in both groups. The
thoracic epidural anesthesia was effective in achieving sensory block in both groups, but took
a sympathetic block, there was respiratory depression in both groups. It was also concluded
that the technique was effective, but needs to improve due to the high rate of complications
related to epidural catheter.
KEYWORDS: dog, thoracic epidural, ropivacaine, epidural catheter
SUMÁRIO
LISTA DE TABELAS
LISTA DE FIGURAS
LISTA DE SIGLAS E ABREVIATURAS
1 Introdução.......................................................................................................................
18
2 Revisão de literatura ......................................................................................................
20
2.1 Ropivacaína................................................................................................................. 20
2.2 Anestesia peridural torácica.........................................................................................
21
3 Justificativa e Objetivos ...................................................................................................
24
4 Materiais e Método ..........................................................................................................
25
4.1 Animais e grupos experimentais...................................................................................
25
4.2 Determinações do plano anestésico a ser utilizado nos grupos experimentais............
30
4.3 Grupos experimentais...................................................................................................
29
4.4 Procedimento experimental – colocação do cateter peridural......................................
30
4.5 Instrumentação dos animais.........................................................................................
32
4.6 Procedimento anestésico..............................................................................................
32
4.7 Momentos e parâmetros avaliados...............................................................................
33
4.8 Avaliação da extensão da anestesia peridural..............................................................
34
4.9 Análise estatística ........................................................................................................
36
5 Resultados.....................................................................................................................
38
6 Discussão ......................................................................................................................
50
7 Conclusões.....................................................................................................................
57
8 Referências ...................................................................................................................
58
ANEXOS
LISTA DE TABELAS
Página
Tabela 1: Critérios modificados de Ewing et al. (1993) para a classificação da
resposta
motora...................................................................................................
29
Tabela 2:
Média (
x
) e desvio padrão (DP) do tempo, em minutos, para que o CO
2
se elevasse acima de 50após aplicação do anestésico local, segundo
os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33
ml/kg).........................................................................................................
39
Tabela 3:
Média (
x
) e desvio padrão (DP) da freqüência cardíaca (FC), em bpm,
segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg) em cada
momento de
avaliação..................................................................................................
40
Tabela 4:
Média (
x
) e desvio padrão (DP) da pressão arterial sistólica (PAS), em
mmHg, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em
cada momento de
avaliação....................................................................................................
41
Tabela 5:
Média (
x
) e desvio padrão (DP) da pressão arterial média (PAM), em
mmHg, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em
cada momento de
avaliação..................................................................................................
41
Tabela 6:
Média (
x
) e desvio padrão (DP) da pressão arterial diastólica (PAD),
em mmHg, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg),
em cada momento de
avaliação.................................................................................................
42
Tabela 7:
Média (
x
) e desvio padrão (DP) da pressão parcial de dióxido de
carbono (PaCO
2
) no sangue arterial, em mmHg, segundo os volumes,
baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em cada momento de
avaliação.................................................................................................
43
Tabela 8:
Tabela 9:
Tabela 10:
Média (
x
) e desvio padrão (DP) do excesso de bases (BE) no sangue
arterial, em mmol/l, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33
ml/kg), em cada momento de
avaliação....................................................................................................
Média (
x
) e desvio padrão (DP) do potencial hidrogeniônico (pH) do
sangue arterial, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33
ml/kg), em cada momento de
avaliação....................................................................................................
Distribuição do número de animais segundo a resposta ao estímulo e o
volume, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em cada momento de
avaliação...................................................................................................
44
45
46
Tabela 11:
Número de animais segundo a resposta ao estímulo e o momento de
avaliação para cada volume, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg)..........
47
LISTA DE FIGURAS
Página
Figura 1:
Animal sendo induzido através de máscara facial, sem qualquer
premedicação............................................................................................
26
Figura 2:
Analisador de gases (monitor multiparamétrico), e ampola utilizada para
calibração antes de se iniciar o experimento...........................................
2
8
Figura 3:
Introdução do cateter obedecendo os padrões de assepsia......................
31
Figura 4:
Confirmação radiográfica do posicionamento do cateter (ponta do cateter
em T3, observar extravasamento do
contraste).................................................................................................... 31
Figura 5:
Estímulador elétrico utilizado para avaliar a extensão do bloqueio
sensitivo......................................................................................................
35
Figura 6:
Posicionamento dos eletrodos durante realização do
estímulo...................................................................................................... 35
Figura 7:
Avaliação da resposta ao pinçamento da pele (panículo nervoso).
Mostrando a demarcação das vértebras.................................................... 36
Figura 8:
Cateter posicionado fora da região desejada (enrolamento em vértebras
lombares)....................................................................................................
38
Figura 9:
Extensão do bloqueio sensitivo (panículo) testado por pinçamento da pele,
dos lados direito e esquerdo, após a administração de 0,25 ml/kg de
ropivacaína a 0,75% no espaço peridural. A seta indica o local de
posicionamento do cateter (T1). Os dados representam médias e desvio
padrão.........................................................................................................
48
Figura
10:
Extensão do bloqueio sensitivo (panículo) testado por pinçamento da pele,
dos lados direito e esquerdo, após a administração de 0,33 ml/kg de
ropivacaína a 0,75% no espaço peridural. A seta indica o local de
posicionamento do cateter (T1). Os dados representam médias e desvio
padrão.........................................................................................................
49
LISTA DE SIGLAS E ABREVIATURAS
AL
anestésico local
bpm
batimentos por minuto
°C
graus Celsius
CAM
concentração alveolar mínima
DP
desvio padrão
ETCO
2
pressão parcial de dióxido de carbono ao final da expiração
ETiso
concentração de isofluorano ao final da expiração
ECG
eletrocardiograma
f
freqüência respiratória
FC
G 0,25
freqüência cardíaca
grupo com volume de 0,25 ml/kg de ropivacaína
G 0,33
grupo com volume de 0,33 ml/kg de ropivacaína
HCO
3
-
bicarbonato
IV
intravenoso
l/min
litro por minuto
x
média
mA
miliamperes
mmHg
milímetros de mercúrio
mmol/l
milimol por litro
mpm
movimentos por minuto
O
2
oxigênio
p
nível de significância
PaCO
2
pressão parcial de dióxido de carbono no sangue arterial
PAD
pressão arterial diastólica
PAM
pressão arterial média
PAS
pressão arterial sistólica
PaO
2
pressão parcial de oxigênio no sangue arterial
PEEP
pressão positiva ao final da expiração
pH
potencial hidrogeniônico no sangue arterial
pKa
constante de ionização
SNC
sistema nervoso central
TR
temperatura retal
TRC
tempo de reperfusão capilar
BE
POS
NEG
%
excesso de bases
positivo
negativo
porcentagem
1 - INTRODUÇÃO
Nos últimos anos a anestesiologia veterinária evoluiu através do
desenvolvimento de novas técnicas e da disponibilidade de novos fármacos. Como
conseqüência, o conceito de anestesia balanceada vem ganhando cada vez mais espaço no
cotidiano dos médicos veterinários que trabalham com anestesia.
Com o conceito de anestesia balanceada que consiste na associação de vários
agentes anestésicos, visando a obtenção conjunta da analgesia, amnésia, relaxamento
muscular e abolição dos reflexos autonômicos com manutenção da homeostase, os
anestésicos locais ganharam maior espaço (WOODBRIDGE, 1957). Os opióides, agonistas
α-2, agentes dissociativos, benzodiazepínicos, antiinflamatórios não-esteroidais e
anestésicos locais são alguns dos fármacos mais utilizados como parte do protocolo
anestésico, com o objetivo de promover anestesia geral e, ao mesmo tempo, reduzir a
quantidade total de fármacos utilizados na anestesia (MUIR et al., 2003).
A utilização da anestesia peridural é prática bem difundida na medicina
veterinária devido à facilidade de realização da técnica e aos benefícios, em particular, que
a administração de algumas substâncias como, os anestésicos locais, analgésicos opióides,
antagonistas N-Metil D Aspartato dentre outros fármacos, trazem para o controle da dor e
melhor estabilidade durante a anestesia.
Estes benefícios devem, entretanto, ser comparados aos efeitos adversos que
podem acompanhar o uso da anestesia regional, tais como: bloqueio simpático, depressão
respiratória, neurotoxicidade, lesões na região da punção, entre outros (WELLIS &
HAMMER, 2002).
A anestesia peridural associada à colocação do cateter peridural permite a
aplicação de analgésicos nos períodos pré e pós-cirúrgico (FUNAYAMA et al, 2003). O uso
de cateter na anestesia peridural torácica, promovendo a analgesia provou levar a uma
resposta de redução do estresse e reduziu a resposta pró-inflamatória de linfócitos, evitando
imunossupressão em pacientes submetidos a cirurgias abdominais (AHLERS et al., 2008).
A anestesia peridural torácica é uma diversificação da anestesia peridural
tradicional lombossacra, que possui as seguintes indicações: toracotomias, mastectomias,
cirurgias na parede torácica, cirurgias em membros torácicos e procedimentos abdominais
altos (AFZAL, 2002).
A dor pós-operatória de um procedimento cirúrgico como a toracotomia é
considerada como severa, podendo perdurar por até dois meses e se tornar crônica em 30%
dos pacientes. O tratamento desse tipo de dor além de ser ético também ajuda a evitar
complicações cardiorrespiratórias. A analgesia peridural torácica é considerada como
padrão ouro no tratamento da dor pós operatória em pacientes submetidos à toracotomia.
Outras técnicas também podem ser utilizadas como a analgesia por bloqueio paravertebral e
bloqueio interpleural, a crioanalgesia também controla com sucesso a dor imediata, porém
esta técnica foi abandonada devido a curta duraç ao de ação e aumento na incidência de
dor crônica (COSMO et al., 2008).
Groeben (2006) descreveu que apesar de haver redução de parâmetros como
capacidade vital pulmonar e volume expiratório forçado, esses valores são insignificantes
frente a melhora que a qualidade da analgesia traz a pacientes submetidos a anestesia
peridural torácica, uma vez que há melhor controle da dor e função diafragmática devido a
extubação precoce.
Em cães a pouca utilização da técnica é devido à dificuldade de realização da
mesma e a escassez de trabalhos, uma vez que a punção torácica no cão é dificultosa
devido à anatomia das vértebras torácicas que possuem processos espinhosos longos e
angulados no sentido caudal. Desta maneira, há necessidade de maiores estudos sobre a
técnica da anestesia peridural torácica na espécie canina a fim de que possa ser utilizada
com segurança na rotina clínica
2 - REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Ropivacaína
A ropivacaína é um anestésico local do tipo amida, sintetizada em 1957 (Mc
CLURE, 1996), estruturalmente similar à bupivacaína, porém preparada como um “S”-
enantiômero puro. Sua meia-vida de eliminação terminal é de 108 minutos, sendo uma
solução aquosa isotônica, possuindo pKa de 8,1 e pH= 7,4, com peso molecular de 274,0.
A ligação a proteínas plasmáticas é de 90 a 95%, a metabolização é feita por hidroxilação
aromática, na qual 86% são excretados pela urina e 1% é excretado na forma inalterada
(PORTER et al, 2000; MASSONE, 2003).
Comparada à bupivacaína na anestesia peridural, o bloqueio motor apresenta
período de latência maior, efeito menos intenso duração de ação mais curta. O bloqueio
motor é intensificado se aumentada a dose, por outro lado, é menos tóxica se comparada à
bupivacaína, o que permite seu uso na anestesia em procedimentos cirúrgicos em
concentrações de até 1% (Mc CLURE, 1996).
Beaulieu et al., (2006) concluíram que não houve diferenças no tempo de início
de bloqueio entre a bupivacaína e a ropivacaína quando utilizadas, em associação, para
bloqueio dos nervos ciático e femoral, embora tenham ocorrido diferenças significativas na
recuperação tanto motora quanto sensorial, que se mostraram mais rápidas com a
ropivacaína.
Um estudo utilizando baixas concentrações de ropivacaína provou que a
concentração de 0,2% de ropivacaína foi a que melhor proporcionou analgesia pós
operatória em pacientes submetidos a procedimentos cirúrgicos abdominais altos, em
relação ao bloqueio motor (SCOTT et al., 1995).
Estão disponíveis no mercado três concentrações de ropivacaína, sendo elas a
0,2%, 0,75% e 1,0%. Senturk et al., em (2008), afirmam que os mecanismos pelo qual a
anestesia peridural reduz a quantidade de anestésico geral ainda são desconhecidos, mas
que a concentração do anestésico local provou ser mais importante que o volume
administrado no espaço peridural para a redução da dose necessária de anestésico geral.
Em um estudo realizado em mulheres submetidas a procedimentos
ginecológicos, a concentração de 0,05% de ropivacaína associada a 4µg/ml de fentanil por
via peridural foi considerada excelente para tratar a dor pós operatória, mantendo a
motilidade gastrointestinal, sem bloqueio motor (IIJIMA et al., 2007).
Recentemente, foram avaliados os fatores que podem alterar a duração e a
propagação da anestesia peridural com ropivacaína, sendo a área de superfície dural a
primeira determinante do pico do bloqueio sensitivo, a quantidade de gordura da região a
principal responsável pelo grau e duração do bloqueio, e o plexo venoso peridural sendo um
importante fator que contribuiu para a regressão do bloqueio (HIGUCHI et al, 2004).
Por todos esses motivos a ropivacaína vem sendo utilizada nas anestesias
peridurais devido à capacidade de se obter melhor controle principalmente no que se refere
à toxicidade no sistema nervoso central e cardiovascular (DOSS et al, 2001).
2.2 Anestesia peridural torácica
A anestesia peridural torácica tem sido no homem, o tratamento de escolha
para o alívio da dor nessa região. Reduz as complicações pulmonares, assim como diminui
a morbidade e a mortalidade de pacientes que necessitam de analgesia superior, tanto em
cirurgias torácicas como em abdominais altas, além de promover um melhor controle da dor
quando comparada à administração de opióides por via sistêmica (SCHRAMM & KAY,
2002).
A anestesia peridural se torna uma técnica prática e útil para a utilização em
cirurgias torácicas desde que haja habilidade do anestesista, se caracterizando por requerer
menor volume de anestésico quando comparada ao bloqueio torácico através de punção
lombossacra. Produz excelente anestesia e analgesia em relação aos metâmeros, com
mínimo comprometimento hemodinâmico. O anestesista com prática em colocação de
cateteres pode aprender a colocar um cateter peridural torácico com o conhecimento da
anatomia e com os cuidados requeridos para a região (AFZAL et al, 2002).
Segundo Sperhacke et al. (2004), a anestesia peridural alta em humanos
(anestésico administrado próximo a região das veterbras T2 e T3) trouxe repercussões
pulmonares analisadas através de exames espirométricos, estatisticamente significativas,
sem, contudo, expressão clínica na dinâmica respiratória. As alterações foram atribuídas
exclusivamente à paralisia dos nervos intercostais, e não à do nervo frênico.
Em cães, a raiz do nervo frênico emerge das vertebras C5 a C7, a inervação
da musculatura intercostal inspiratória a partir de T2, e a musculatura intercostal expiratória
emergem de T9 a T10 (Di MARCO et al, 1997).
O processo espinhoso das vértebras torácicas de cães são longos e
angulados caudalmente, o que dificulta a punção e introdução do cateter peridural na região
das mesmas, o que se constitui em a mais uma limitação da técnica.
Em cães anestesiados com propofol e sevofluorano, foi realizada anestesia
peridural torácica através da remoção do processo espinhoso de T3, para a introdução do
cateter peridural e posterior injeção de mepivacaína 1%, concluindo-se que houve
depressão hemodinâmica sistêmica, mas não da circulação pulmonar, sendo aquela
correlacionada com os anestésicos gerais utilizados (FUNAYAMA et al, 2003).
Meissner et al (2001), comprovaram que a anestesia peridural torácica em
cães acordados pode ter propriedades anti-arrítmicas in vivo especialmente em situações
que resultem em curta repolarização, tais como taquiarritmias atriais e ventriculares,
aumentos de tônus simpático e isquemia miocardica.
O tratamento da dor na cirurgia cardíaca é um desafio para o anestesista
devido à grande tendência em se reduzir o tempo de extubação e o encaminhamento para a
unidade de terapia intensiva após reparos de defeitos cardíacos simples. A impossibilidade
de administração de opióides sistêmicos durante e após a cirurgia é um problema pela
depressão respiratória causada. Entretanto, a utilização da anestesia peridural vem se
mostrando uma alternativa eficaz para o controle do problema em crianças (WELLIS &
HAMMER, 2002). Em adultos a anestesia peridural torácica reduziu os níveis de proteína C
reativa em pacientes submetidos à revascularização do miocárdio, através de circulação
extracorpórea, técnica esta que traz um alto índice de resposta inflamatória em pacientes
submetidos a este tipo de circulação (RODRIGUEZ et al., 2008).
Em alguns trabalhos com cães, o acesso ao espaço peridural foi realizado a
partir de T7 – T8 ou T8 – T9 com agulha de Tuhoy, seguindo com o cateter por mais 2 ou 3
cm em direção cranial (LUNDBERG et al, 2005) ou T10 – T11 e também seguindo 3 cm
cranialmente (ISHIBE et al, 1996). Schwarte et al (2004), Picker et al (2001), introduziram o
cateter a partir de L5 – L6, avançando até T10. Em geral, a confirmação da localização da
extremidade se dá devido ao cateter ser radiopaco, possibilitando a sua visualização através
de fluoroscopia ou radiografia.
O volume injetado varia desde 0,2 ml/kg (MEISSNER et al, 2001) até 0,5
ml/kg de peso (FUNAYAMA et al, 2003), variando também o anestésico local como,
mepivacaína, bupivacaína, lidocaína ou ropivacaína ( DOSS et al, 2001; TAKAHIKO et al,
1995; PICKER et al, 2001; AFZAL et al, 2002).
Em humanos, há relatos de colocação de cateter peridural em região cervical
para injeção de analgésicos como o fentanil por exemplo, após cirurgias de laringe
(ROUSSIER et al, 2006).
Em cães submetidos a procedimento cirúrgico para colocação de gastrotubo,
comprovou-se que a anestesia peridural torácica com bupivacaína 0,5% na dose de 0,2
ml/kg, foi eficaz para melhorar a microcirculação na região do procedimento, aumentando,
também, a motilidade gástrica e prevenindo a diminuição do pH da mucosa gástrica (LÁZÁR
et al, 2003). Mesmo em animais com comprometimento circulatório, a anestesia peridural
torácica foi eficaz em manter os valores de oxigenação sob valores fisiológicos
(SCHWARTE et al, 2004).
3 - JUSTIFICATIVA E OBJETIVOS
Há grande escassez de estudos da técnica de anestesia peridural torácica em
cães e, os poucos trabalhos existentes referem-se a procedimentos experimentais para
aplicação em anestesiologia humana. Desta maneira, nota-se a necessidade de estudos
mais detalhados em cães, realizados com a finalidade de aplicação clínica a fim de
proporcionar maiores informações sobre a técnica nesta espécie.
Frente ao exposto, este estudo teve como objetivos avaliar a extensão do
bloqueio sensitivo, as alterações cardiorrespiratórias e a técnica empregada, comparando-
se dois volumes (0,25 ml/kg) e (0,33 ml/kg) de ropivacaína a 0,75% na anestesia peridural
torácica em cães.
4 - MATERIAIS E MÉTODOS
4.1 Animais e grupos experimentais:
Após aprovação pela comissão de ética do CEEA – FOA/Unesp Araçatuba
(protocolo no. 2007/005969), o presente estudo foi realizado no laboratório de
anestesiologia experimental do departamento de clínica, cirugia e reprodução animal, do
Curso de Medicina Veterinária da Unesp- Campus de Araçatuba.
Foram utilizados oito cães, sem raça definida, sete machos e uma fêmea, com
peso médio de 24,7 ± 6,3 Kg, em boas condições de saúde de acordo com exame físico,
hemograma completo, eletrocardiograma e sorologia negativa para Leishmaniose (por se
tratar de área endêmica da doença). Os animais foram controlados sanitariamente através
da realização de vacinas anti-rábica, vacina octupla
1
, coleira antiparasitária
2
e da aplicação
de vermífugo
3
, sendo alimentados com ração comercial
4
e água “ad libitum”.
Esses animais foram submetidos a um período mínimo de adaptação ambiental
e de manejo de duas semanas antes que se iniciassem os procedimentos anestésicos.
Antes de cada procedimento anestésico, os cães foram submetidos a jejum
alimentar sólido de 14 horas e hídrico de 2 horas.
Os grupos experimentais foram os seguintes:
Grupo 0,25 (G 0,25) - Aplicação de ropivacaína a 0,75%
5
através do cateter
peridural
6
no volume de 0,25 ml/kg de peso.
Grupo 0,33 (G 0,33) – aplicação de ropivacaína 0,75%, através do cateter
peridural, no volume de 0,33 ml/kg de peso.
Todos os oito animais participaram dos dois grupos sendo, portanto,
anestesiados por duas vezes com intervalo mínimo de uma semana entre as anestesias.
1
Recombitek – Merial do Brasil – Campinas - SP
2
Scalibor – Intervet – Cruzeiro - SP
3
Drontal plus – Bayer Saúde Animal – São Paulo - SP
4
Ração Golden - Premier – São Paulo – SP.
5
Naropin 0,75% - Astra-Zeneca do Brasil Ltda.
6
Perifix – B.Braun – São Paulo - SP
As avaliações foram realizadas sempre por duas pessoas que não tinham
conhecimento do protocolo utilizado, em separado, portanto, um estudo cego.
4.2 Determinação do plano anestésico a ser utilizado nos grupos
experimentais (Fase 1):
Os animais foram, previamente à inclusão nos grupos experimentais, submetidos
a uma anestesia geral inalatória para a determinação do estímulo supra-máximo positivo, ou
seja, a menor concentração de anestésico inalatório na qual o animal respondia ao estímulo
elétrico de mesma intensidade ao utilizado nos testes experimentais. Tal determinação foi
realizada sem medicação pré-anestésica dos animais, com utilização de isofluorano
7
por
indução direta em máscara facial de modo a ajustar o vaporizador calibrado
8
na
concentração
de 5% (Figura 1).
Figura 1 - Animal sendo induzido através de máscara facial, sem qualquer premedicação.
O anestésico inalatório foi diluído em oxigênio
9
a 100%, em um fluxo de O
2
de 3
L/min sendo utilizado um circuito anestésico com reinalação parcial de gases. Após a perda
dos reflexos protetores foi realizada a intubação com sonda orotraqueal
10
, com balonete de
tamanho apropriado ao diâmetro da traquéia e a concentração anestésica foi então reduzida
7
Isoforine –
Cristália Produtos Químicos e Farmacêuticos Ltda – Itapira - SP
8
Penlom – Intermed – Abingdom - England
9
White Martins do Brasil – São Paulo -SP
10
Sonda orotraqueal de Maggil – Rüsch - Alemanha
para uma concentração de 2%, em um fluxo de oxigênio de 2 L/min , através do circuito
circular valvular
11
.
Durante a manutenção anestésica realizou-se a ventilação com pressão
controlada, sendo a pressão inspiratória máxima (mantida entre 10 e 15 cmH
2
0), a
freqüência respiratória (mantida entre 10 e 15 movimentos por minuto) e a pressão positiva
ao final da expiração (PEEP) mantida entre 3 e 5, com o objetivo de se manter a PaCO
2
entre 35 e 45 mmHg durante toda a determinação.
A veia cefálica direita foi cateterizada com cateter 20 G
12
para infusão de solução
de Ringer com Lactato
13
, em uma taxa de 5 ml/kg/h, utilizando-se uma bomba de infusão
peristáltica
14
para a fluidoterapia.
Um cateter 20G foi inserido na artéria metatarsiana dorsal, o qual permitiu a
colheita de amostras de sangue arterial para hemogasometria e mensuração da pressão
arterial sistólica, diastólica e média (PAS, PAM e PAD). Essa aferição foi realizada através
de um transdutor de pressão
15
previamente zerado e posicionado na altura da linha média
do tórax. O hemogasômetro
16
foi ajustado de modo a corrigir a temperatura corpórea que foi
monitorada constantemente por um monitor de temperatura esofágica
17
. Objetivou-se
manter a temperatura entre 37,3 e 38,3 ºC e para isso foi utilizado um colchão térmico
18
e
um insuflador de ar aquecido
19
.
A concentração de isofluorano ao final da expiração (ETiso) foi mensurada
através do analisador de gases
16
digital, calibrado com amostra de gás padrão
20
antes do
início do experimento (Figura 2). O sensor foi adaptado à extremidade distal da sonda
traqueal conectada ao circuito anestésico o qual determinou as concentrações expiradas de
isofluorano (ETiso) e os valores de ETCO
2
.
11
Aparelho de anestesia Nikkei –K. Takaoka Ltda.– São Paulo - SP
12
Cateter Nipro – Nipro Medical Ltda - Sorocaba– SP
13
Solução de Ringer com lactato – JP Indústria Farmacêutica – Ribeirão Preto - SP
14
Bomba de infusão peristáltica mod. ST 550T2, Samtronic, São Paulo – SP –FAPESP Proc.04/15188-6
15
Transdutor de pressão – Edwards Lifescienses – Irvaine CA - USA
16
Aparelho de hemogasometria Omni C – Roche – Alemanha
17
Cardiocap 5 – GE Healthcare – Helsinki - Finland
18
Colchão termo-elétrico, Brasmed, Paulínia-SP
19
Sistema de normoterapia com ar quente TC3000 – Gaymar industries - EUA
20
Quick Cal
TM
Calibration Gás, Datex-Engstrom Division Instrumentarium Corp- Helsink- Finlândia
A (ETiso) utilizada foi mantida estável por um período de 15 minutos para a
realização do estímulo elétrico, a fim de se permitir o equilíbrio entre a pressão parcial do
anestésico entre o ar alveolar, sangue e cérebro, segundo Thurmon et al. (1996).
Figura 2 - Analisador de gases (monitor multiparamétrico), e ampola utilizada para calibração antes de se
iniciar o experimento.
Ao término do estímulo, caso não fosse obtida resposta positiva, a ETiso era
então reduzida em 0,2% e o circuito anestésico preenchido com a nova concentração. Após
15 minutos desta alteração, um novo estímulo era realizado, sendo este procedimento
repetido até que o animal apresentasse resposta positiva. Assim que fosse obtida essa
resposta, a concentração era então, aumentada em 0,1% até a obtenção da resposta
negativa. Caso a resposta motora inicial fosse positiva, os ajustes na ETiso eram realizados
de forma inversa.
Foi considerada como resposta positiva um movimento muscular grosseiro,
geralmente da cabeça ou das extremidades. Tosse, deglutição, mastigação ou alterações
simpáticas não foram consideradas respostas positivas (tabela 1). O estímulo elétrico foi
interrompido diante de uma resposta positiva, antes de se completar o ciclo.
Portanto, em cada animal foi determinada a concentração individual mínima de
anestésico inalatório que permitia a resposta positiva ao estímulo e tal concentração foi
utilizada naquele animal a fim de mante-lo anestesiado em plano superficial, porém com
possibilidade de resposta ao estímulo elétrico, nos procedimentos experimentais
subseqüentes com a inclusão do animal nos grupos G 0,25 e G 0,33.
Tabela 1 Critérios modificados de Ewing et al. (1993) para a classificação da resposta
motora
Respostas negativas
Respostas positivas
Flexão ou extensão única ou sustentada de
membros
2 flexões consecutivas e evidentes de
membros
Flexão repetidas e discretas somente da
extremidade de um membro (articulação MC ou
MT-falangeana)
2 flexões consecutivas e evidentes de
pescoço
Flexão única de pescoço
Flexão sustentada de pescoço óbvia (toda a
região cervical se afasta da superfície)
Flexão sustentada de pescoço muito discreta
(apenas a região occipital se afasta da superfície)
Movimentos óbvios de tronco
Rotação única ou sustentada de cabeça
Movimentos de mastigação
Movimentos de deglutição
Tosse
Movimentos respiratórios espontâneos
Movimentos não coincidentes com o estímulo
nociceptivo
4.3 Grupos experimentais:
Após a determinação individual da concentração anestésica a ser utilizada, os
animais foram alocados em dois diferentes grupos experimentais, em sequência aleatória
determinada por sorteio, sendo que todos os oito animais participaram dos dois grupos
sendo, portanto, anestesiados por duas vezes com intervalo mínimo de uma semana entre
as anestesias.
Os grupos experimentais foram os seguintes:
Grupo 0,25 (G 0,25) - Aplicação de ropivacaína a 0,75%
21
através do cateter
peridural
22
no volume de 0,25 ml/kg de peso.
Grupo 0,33 (G 0,33) – aplicação de ropivacaína 0,75%, através do cateter
peridural, no volume de 0,33 ml/kg de peso.
As avaliações foram realizadas sempre por duas pessoas que não tinham
conhecimento do protocolo utilizado, em separado, constituindo-se portanto, em um estudo
cego.
4.4 Procedimento experimental (Fase 2) - Colocação do cateter peridural:
Após exame físico pré-anestésico, no qual foram avaliadas a freqüência cardíaca
(FC) através de estetoscópio, freqüência respiratória (f), tempo de reperfusão capilar (TRC)
por meio de compressão digital de mucosa oral e a temperatura retal (TR) por meio de
termômetro clínico
23
. Os animais foram submetidos à indução anestésica da mesma forma
como descrito na fase 1.
Após intubação o animal era então mantido na concentração anestésica pré-
determinada na fase 1 e na seqüência era feita tricotomia da região lombossacra
correspondente aos espaços entre as vértebras L6 e S1. De forma asséptica, a punção
peridural lombossacra (espaço entre L7 e S1) foi realizada com o animal em decúbito
esternal, com agulha de Tuhoy 16G. A confirmação do espaço peridural foi realizada através
da ausência de resistência à injeção de pequena quantidade de ar, através de uma seringa
de 20 ml. Em seguida, foi feita a mensuração do cateter do local da punção até a região
inter-escapular e feita marcação no mesmo. Procedeu-se, então, a introdução do cateter
peridural 19G até a altura objetivada das vértebras torácicas T1 – T2 (Figura 3), retirando-se
a agulha e fixando-se o cateter com esparadrapo e gaze na pele do animal.
A confirmação do posicionamento e da altura alcançada pelo cateter foi
realizada por meio de radiografia, após injeção de 0,3 ml de contraste não iodado, em
21
Naropin 0,75% - Astra-Zeneca do Brasil Ltda.
22
Perifix – B.Braun – São Paulo - SP
23
Termômetro clínico – BD – São Paulo - SP
projeção latero-lateral direita, pois o cateter não se mostrou opaco ao exame radiográfico
(Figura 4).
Figura 3 - introdução do cateter obedecendo os padrões de assepsia.
Figura 4 - confirmação radiográfica do posicionamento do cateter (ponta do cateter em T3, observar
extravasamento do contraste).
Caso o cateter não estivesse na posição desejada o mesmo era retirado e
reintroduzido com o animal em decúbito lateral, com os membros pélvicos flexionados
cranialmente, até o posicionamento correto do cateter.
O tipo de complicações ou dificuldade ocorrida, a altura correspondente da
coluna vertebral em que ocorriam e o número de tentativas para o acerto eram registrados e
foram avaliadas descritivamente em porcentagem.
Uma vez confirmado o correto posicionamento do cateter iniciaram-se as etapas
de instrumentação, de manutenção anestésica, da aplicação do AL e da avaliação da
anestesia peridural, como descritas a seguir:
4.5 Instrumentação dos animais:
Os animais eram instrumentados como descrito no procedimento anterior para a
determinação do plano anestésico, porém foram mantidos em decúbito esternal após a
aplicação do AL para que o mesmo não se depositasse de um único lado.
4.6 Procedimento anestésico:
Decorrido um tempo médio de 78,6 ± 19,8 minutos da colocação do cateter e
instrumentação dos animais, a concentração individual de cada animal determinada
anteriormente (menor porcentagem de Isofluorano na qual o animal respondeu
positivamente ao estímulo elétrico) os cães foram submetidos a novo exame físico geral,
aferindo-se os parâmetros: temperatura esofágica (TE) (a temperatura foi mantida durante
todo o procedimento entre 37,3ºC e 38,3ºC), freqüências respiratória (f) e cardíaca (FC),
pressão arterial sistólica (PAS), média (PAM) e diastólica (PAD), eletrocardiograma e
colheita de amostra de sangue arterial para realização de exame de hemogasometria.
Após estas avaliações consideradas como parâmetros basais, foi realizada a
aplicação do AL através do cateter durante 1 minuto e em seguida um bolus de 0,3 ml de
solução salina NaCl 0,9%, para o preenchimento do cateter.
A seringa contendo o anestésico foi preparada por uma pessoa que não fazia
parte da avaliação. A aplicação do anestésico foi realizada pela mesma pessoa, em G 0,33
foi com volume de 0,33 ml/kg (PICKER et al, 2001; SCHWARTE et al, 2004) e no grupo G
0,25, a aplicação da mesma solução com volume de 0,25 ml/kg.
Os animais foram mantidos sob ventilação espontânea, observando-se os
valores expirados de CO
2
e caso o valor da concentração expirada de CO
2
(ETCO
2
)
ultrapassasse 50 mmHg, o cão era submetido à ventilação controlada a pressão e os
parâmetros do ventilador ajustados de modo que se mantivesse a ETCO
2
entre 35 e 45
mmHg. Nestes casos, a ventilação controlada era mantida até o final do experimento (300
minutos).
Acompanharam-se os efeitos da anestesia peridural durante 300 minutos,
avaliando-se todos os parâmetros nos momentos descritos a seguir verificando se o animal
respondia aos estímulos aplicados. Ao final dos momentos o fornecimento de anestésico
inalatório foi interrompido e o animal observado até apresentar-se em posição quadrupedal,
mesmo com auxílio e deambulação normal.
4.7 Momentos e parâmetros avaliados:
M0 – início do procedimento (após a colocação do cateter peridural e antes
da aplicação do anestésico local pela via peridural)
M30 – 30 minutos após M0
M60 – 60 minutos após M0
M120 – 120 minutos após M0
M180 – 180 minutos após M0
M240 – 240 minutos após M0
M300 – 300 minutos após M0
Os seguintes parâmetros foram avaliados em todos os momentos:
Avaliação cárdio-circulatória :
- freqüência cardíaca (FC) através da onda de pressão arterial
invasiva em monitor multiparamétrico.
Pressão arterial sistólica (PAS), média (PAM) e diastólica (PAD) – em
milímetros de mercúrio (mmHg) obtida pelo método invasivo, antes de
cada estímulo doloroso, através da inserção de um cateter
19
na artéria
metatarsiana dorsal conectado a um transdutor de pressão
23
.
Ritmo cardíaco – através de eletrocardiógrafo
24
, inicialmente foi feito
eletrocardiograma completo (M0), com as derivações (DI, DII, DIII,
AVF, AVL, AVR), e a partir de M1 somente a derivação DII.
Temperatura esofágica – em graus Celsius, através de sensor inserido no esôfago
do animal e registrado em monitor multiparamétrico.
Hemogasometria – foram colhidas amostras de sangue arterial anaerobicamente da
artéria metatarsiana dorsal em seringas
25
com heparina de lítio, para avaliação do
pH, PaCO
2
, PaO
2
, HCO
3
-
, BE, através do aparelho de hemogasometria.
Avaliação respiratória:
freqüência respiratória – em movimentos por minuto através de
sensor conectato ao analisador de gases e entre a sonda orotraqueal
e o “Y” do circuito.
volume corrente e volume minuto – Atráves de sensor de espirometria
conctado no espirometro e a sonda orotraqueal e o “Y” do circuito.
Pressão parcial de dióxido de carbono ao final da expiração (ETCO
2
)
– em milímetros de mercúrio (mmHg) obtido através do sensor do
analisador de gases, conectado entre a sonda orotraqueal e o “Y” do
circuito, para registro no monitor multiparamétrico
26
.
4.8 Avaliação da extensão da anestesia peridural:
Avaliação do bloqueio sensitivo foi realizada através de estímulo elétrico
realizado no membro torácico esquerdo,
26
utilizou-se corrente de 50 V em 50 ciclos/s de 10
milisegundos (VALVERDE et al., 2003) (Figura 5). O estímulo elétrico foi aplicado através de
dois eletrodos distantes cinco centímetros entre eles na região do rádio e distantes cinco
centímetros da articulação do cotovelo (Figura 6). O ciclo foi constituído de dois estímulos
curtos seguidos de dois estímulos contínuos aplicados de dois a três segundos com cinco
24
Eletrocardiógrafo TEB C10, Tecnologia Eletrônica Brasileira Ltda- São Paulo- SP
25
Seringa monovette, Sarstedt Ag & Co –Alemanha
26
Eletroestimulador Grass-S48 – Astromed Inc. – Los angeles – EUA
segundos de intervalo entre os quatro estímulos aplicados a cada momento imediatamente
após a mensuração das variáveis cardiorrespiratórias. A resposta foi considerada positiva
quando observadas as alterações previstas na tabela 1, descritas anteriormente (item 4.2 –
fase 1)
Figura 5 - Estímulador elétrico utilizado para avaliar a extensão do bloqueio sensitivo.
Figura 6 - Posicionamento dos eletrodos durante realização do estímulo.
A avaliação de resposta ao pinçamento da pele para avaliação do panículo
nervoso foi realizada com pinça tipo Kelly
27
de dezesseis centímetros distantes 15
centímetros da coluna vertebral dos lados direito e esquerdo com início em T1 e término em
L5. As vértebras foram demarcadas com caneta hidrográfica, para melhor visualização
27
Pinça hemostática curva- 16 cm -Brasmed – Paulínia -SP
(Figura 7). A resposta foi considerada positiva quando havia qualquer manifestação de
tremor cutâneo subseqüente à reposta ao pinçamento.
Figura 7 - Avaliação da resposta ao pinçamento da pele (panículo nervoso). Mostrando a demarcação das
vértebras.
A avaliação da recuperação foi realizada após a interrupção do fornecimento do
anestésico inalatório, observando-se o momento em que o animal se encontrava em posição
quadrupedal, e com deambulação normal.
Os momentos e parâmetros avaliados e todos os testes realizados estão
representados de maneira esquemática na figura 1.
Durante todo o procedimento experimental e nas primeiras 12 horas após a
anestesia peridural foram observadas as alterações que pudessem indicar intoxicação ou
complicação da anestesia, tais como: depressão cardiovascular ou sinais neurológicos.
4.9 Análise estatística
Os dados foram submetidos à análise de variância com medidas repetidas e
análise dos resíduos para verificar a normalidade e homogeneidade de variâncias pré-
requisitos necessários para a análise de variância.
As variáveis que apresentaram distribuição normal foram analisadas por meio da
análise de variância, sendo as médias comparadas através do teste de Tukey.
As variáveis que não apresentaram distribuição normal foram analisadas usando
o teste de Wilcoxon comparar as doses em cada momento e o teste de Friedman para
comparar os momentos em cada dose, seguido do teste de Dunn para comparações
múltiplas.
As variáveis: tempo de CO
2
acima de 50 e tempo de recuperação foram
analisadas usando o teste t pareado.
Os valores da variável resposta estímulo foram analisados usando o teste exato
de Fisher para verificar associação entre se a resposta estímulo (positiva / negativa) e dose
em cada momento e para verificar a associação entre resposta estímulo (positiva / negativa)
e momentos para cada dose.
As estatísticas foram consideradas significativas quando P < 0,05.
As análises estatísticas foram efetuadas empregando-se o programa SAS
(Statistical Analysis System).
Observações:
- O teste de Wilcoxon é um teste não paramétrico para comparar dois grupos
dependentes. (dose baixa e dose alta são dependentes: são os mesmos animais)
- O teste de Friedman é um teste não paramétrico para comparar mais de dois
grupos dependentes (momentos).
5 – RESULTADOS
Baseado em estudo piloto prévio realizado em outros cães, a punção
peridural torácica alta (T5 -T6) não foi bem sucedida. A introdução do cateter nesta altura
resultou em insucesso e ao se administrar solução de azul de metileno verificou-se à
necropsia que, em todos os oito animais testados, ocorreu injeção paravertebral.
Optou-se, portanto, pela punção no espaço lombo-sacro para a realização do
presente estudo.
O tempo médio necessário para a instrumentação completa dos animais foi de
78,6 ± 19,8 minutos.
Foi obtido sucesso na colocação do cateter peridural em todos os animais,
houve sucesso na primeira tentativa em sete vezes (43,75%) das 16 vezes em que foi
tentado passar o cateter. As regiões onde houve maior índice de complicações foram as
regiões próximas a L4-L5 e T10-T11, sendo a lombar a de maior incidência. A única
complicação encontrada foi o enrolamento do cateter peridural (Figura 8).
Figura 8 - Cateter posicionado fora da região desejada (enrolamento em vértebras lombares).
A maioria dos animais necessitou de ventilação controlada com pressão positiva
intermitente, pois o CO
2
se elevou acima de 50 mmHg, com exceção de um animal do grupo
G 0,25.
Não houve diferença significativa entre os grupos quanto ao tempo para que o
valor de CO
2
se elevasse acima de 50 mmHg (Tabela 2).
Tabela 2- Média e desvio padrão (DP) do tempo, em minutos, para que o CO
2
se elevasse
acima de 50após aplicação do anestésico local, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e
alto (0,33 ml/kg).
Variável
Tempo (
x
± DP)
volume baixo
Volume alto
CO
2
acima de 50
12,71 ± 2,06 A
10,75 ± 5,15 A
Médias seguidas de mesma letra, na linha, não diferem entre si pelo teste t (P > 0,05).
Os animais permaneceram sob ventilação controlada até o final dos 300
minutos.
Houve redução da freqüência cardíaca no grupo G 0,25 a partir dos 60 minutos.
No grupo G 0,33 aos 60 minutos voltando à normalidade aos 120 minutos e diminuindo
novamente a partir dos 180 minutos (Tabela 3).
Tabela 3 - Média (
x
) e desvio padrão (DP) da freqüência cardíaca (FC), em bpm, segundo
os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg) em cada momento de avaliação.
Momento
FC (
x
± DP)
Volume baixo
Volume alto
M0
114,38 ± 20,16 aA
111,25 ± 10,01 aA
M30
100,38 ± 23,56 abA
91,63 ± 15,55 abA
M60
97,38 ± 22,46 bA
86,50 ± 17,58 bA
M120
95,00 ± 26,86 bA
96,13 ± 23,44 abA
M180
91,63 ± 19,35 bA
86,88 ± 18,18 bA
M240
89,00 ± 17,35 bA
85,75 ± 22,36 bA
M300
91,00 ± 11,81 bA
88,00 ± 24,14 bA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
A pressão arterial sistólica foi reduzida a valores significativos aos 60 minutos no
grupo G 0,25, não houve redução significativa no grupo G 0,33 (Tabela 4). Já os valores de
pressão arterial média mostraram uma redução aos 60 e 120 minutos no G 0,25 e aos 60 e
180 minutos no G 0,33 (Tabela 5), o que também ocorreu com a pressão arterial diastólica
no mesmo grupo, no G 0,25 a PAD não se alterou (Tabela 6). Não houve diferença entre os
grupos em nenhum dos valores de pressão arterial, nem quanto à freqüência cardíaca.
Tabela 4 - Média (
x
) e desvio padrão (DP) da pressão arterial sistólica (PAS), em mmHg,
segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em cada momento de
avaliação.
Momento
PAS (
x
± DP)
Volume baixo
Volume alto
M0
129,75 ± 27,17 aA
120,13 ± 32,96 aA
M30
112,38 ± 21,88 abA
105,63 ± 31,78 aA
M60
109,88 ± 13,73 bA
102,88 ± 31,86 aA
M120
116,50 ± 16,29 abA
111,13 ± 33,49 aA
M180
117,88 ± 13,89 abA
114,63 ± 32,74 aA
M240
125,25 ± 17,65 abA
122,00 ± 24,38 aA
M300
130,38 ± 19,31 aA
121,00 ± 26,50 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
Tabela 5 - Média (
x
) e desvio padrão (DP) da pressão arterial média (PAM), em mmHg,
segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em cada momento de
avaliação.
Momento
PAM (
x
± DP)
Volume baixo
Volume alto
M0
87,88 ± 13,62 aA
88,38 ± 20,40 aA
M30
75,88 ± 13,21 abA
72,13 ± 15,74 abA
M60
72,38 ± 6,80 bA
67,63 ± 15,09 bA
M120
74,00 ± 14,49 bA
71,88 ± 21,31 abA
M180
76,00 ± 8,07 abA
70,50 ± 14,11 bA
M240
74,88 ± 8,18 abA
74,25 ± 8,43 abA
M300
78,50 ± 10,43 abA
74,63 ± 9,40 abA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
Tabela 6 - Média (
x
) e desvio padrão (DP) da pressão arterial diastólica (PAD), em mmHg,
segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em cada momento de
avaliação.
Momento
PAD (
x
± DP)
Volume baixo
Volume alto
M0
69,00 ± 11,29 aA
73,13 ± 17,86 aA
M30
62,88 ± 11,85 aA
60,38 ± 13,31 abA
M60
58,00 ± 4,60 aA
54,88 ± 12,43 bA
M120
59,50 ± 14,43 aA
59,25 ± 20,76 abA
M180
60,75 ± 7,59 aA
55,38 ± 12,35 bA
M240
58,75 ± 8,05 aA
58,50 ± 8,83 abA
M300
61,50 ± 8,55 aA
59,75 ± 9,42 abA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
Um animal apresentou bloqueio átrio-ventricular de primeiro grau quando
submetido ao procedimento anestésico em ambos os grupos.
Volume minuto, volume corrente e freqüência respiratória, foram ajustados no
ventilador mecânico para que se aproximassem dos valores basais e para que mantivessem
os valores de ETCO
2
entre 35 e 45 mmHg, não havendo, portanto, diferença significativa
entre os grupos e momentos.
Os valores de PaCO
2
apresentaram redução significativa em alguns momentos
no G 0,25 a partir de 180 minutos e aos 60, 180 e 300 minutos no G 0,33, porém se
encontraram dentro dos valores da normalidade (Tabela 7).
Tabela 7 – Média (
x
) e desvio padrão (DP) da pressão parcial de dióxido de carbono
(PaCO
2
) no sangue arterial, em mmHg, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e
alto (0,33 ml/kg), em cada momento de avaliação.
Momento
PaCO
2
(
x
± DP)
Volume baixo
Volume alto
M0
45,80 ± 2,14 aA
46,24 ± 6,76 aA
M30
41,60 ± 6,55 abA
40,13 ± 6,85 abA
M60
40,26 ± 5,28 abA
38,23 ± 4,40 bA
M120
36,39 ± 6,55 bA
39,11 ± 3,45 abA
M180
37,11 ± 5,57 bA
37,54 ± 5,01 bA
M240
37,50 ± 4,55 bA
38,76 ± 4,92 abA
M300
38,56 ± 4,72 bA
37,98 ± 5,71 bA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
Apesar de haver alterações no equilíbrio ácido-base, os valores também se
mantiveram dentro da normalidade. Houve uma redução nos valores de excesso de bases a
partir dos 120 minutos apenas no G 0,33, no G 0,25 não houve alterações significativas.
Também não houve alterações significativas entre os grupos (Tabela 8).
Tabela 8 - Média (
x
) e desvio padrão (DP) do excesso de bases (BE) no sangue arterial,
em mmol/l, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em cada
momento de avaliação.
Momento
BE (
x
± DP)
Volume baixo
Volume alto
M0
-2,21 ± 2,36 aA
-3,70 ± 1,68 cA
M30
-2,29 ± 2,26 aA
-3,25 ± 2,24 bcA
M60
-1,88 ± 2,00 aA
-2,98 ± 1,82 abcA
M120
-1,71 ± 1,94 aA
-2,53 ± 1,10 abA
M180
-2,01 ± 1,59 aA
-2,41 ± 1,11 abA
M240
-2,26 ± 1,65 aA
-2,46 ± 1,28 abA
M300
-2,05 ± 1,66 aA
-2,08 ± 1,20 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
Conseqüentemente os valores de pH também apresentaram uma elevação a
partir dos 120 minutos no G 0,25 e a partir dos 60 minutos no G 0,33 (Tabela 9).
Tabela 9 - Média (
x
) e desvio padrão (DP) do potencial hidrogeniônico (pH) do sangue
arterial, segundo os volumes, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em cada
momento de avaliação.
Momento
pH (
x
± DP)
Volume baixo
Volume alto
M0
7,33 ± 0,05 bA
7,30 ± 0,04 bA
M30
7,36 ± 0,07 abA
7,35 ± 0,04 abA
M60
7,37 ± 0,05 abA
7,37 ± 0,04 aA
M120
7,41 ± 0,06 aA
7,37 ± 0,03 aA
M180
7,40 ± 0,05 aA
7,39 ± 0,04 aA
M240
7,39 ± 0,03 aA
7,38 ± 0,05 aA
M300
7,38 ± 0,04 aA
7,39 ± 0,04 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
A pressão parcial de oxigênio (PaO2), se alterou mas os valores também se
encontraram dentro da normalidade, reafirmando que os animais foram submetidos a
ventilação controlada, com pressão positiva intermitente.
Quanto à resposta ao estímulo elétrico não houve diferença significativa entre
os momentos, mas comparando-se os grupos entre si verificou-se que em G 0,25 o início do
bloqueio ocorreu mais tardiamente do que em G 0,33 (Tabelas 10 e 11).
Tabela 10 - Distribuição do número de animais segundo a resposta ao estímulo e o volume,
baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg), em cada momento de avaliação.
Momento
Resposta Estímulo
Volume baixo
Volume
alto
Total
P
M30
Positiva
1
1
2
1,0000
Negativa
7
7
14
M60
Positiva
2
1
3
1,0000
Negativa
6
7
13
M120
Positiva
2
1
3
1,0000
Negativa
6
7
13
M180
Positiva
6
3
9
0,3147
Negativa
2
5
7
M240
Positiva
6
4
10
0,6084
Negativa
2
4
6
M300
Positiva
6
4
10
1,0000
Negativa
2
2
4
Teste exato de Fisher
Tabela 11 - Número de animais segundo a resposta ao estímulo e o momento de avaliação
para cada volume, baixo (0,25 ml/kg) e alto (0,33 ml/kg).
Volume
Momento
Resposta ao Estímulo
P
(1)
Positiva
Negativa
Baixo
M30
1
7
0,0157
M60
2
6
M120
2
6
M180
6
2
M240
6
2
M300
6
2
Alto
M30
1
7
0,1285
M60
1
7
M120
1
7
M180
3
5
M240
4
4
M300
4
2
Teste exato de Fisher
Apenas dois animais exibiram resposta positiva do grupo G 0,33, um animal
apresentou mais de dois movimentos de flexão e extensão de membros torácicos e outro
levantou cabeça e pescoço e sustentou por mais de 2 segundos. Os outros foram
considerados positivos quando os parâmetros hemodinâmicos e freqüência respiratória
aumentavam em 20% ou mais em relação ao basal.
O teste de avaliação do panículo em resposta ao pinçamento da pele apresentou
diferença entre os lados, revelando um bloqueio maior do lado direito. O bloqueio foi
dimiuindo ao longo do tempo (Figuras 9 e 10).
Figura 9 - Extensão do bloqueio sensitivo (panículo) testado por pinçamento da pele, dos
lados direito e esquerdo, após a administração de 0,25 ml/kg de ropivacaína a 0,75% no
espaço peridural. A seta indica o local de posicionamento do cateter (T1). Os dados
representam médias e desvio padrão.
M30 M60 M120 M180 M240 M300
Extensão do bloqueio
Direito Esquerdo
T
2
L
5
L
3
L
1
T12
T
10
T
8
T
6
T
4
L
7
Figura 10 - Extensão do bloqueio sensitivo (panículo) testado por pinçamento da pele, dos
lados direito e esquerdo, após a administração de 0,33 ml/kg de ropivacaína a 0,75% no
espaço peridural. A seta indica o local de posicionamento do cateter (T1). Os dados
representam médias e desvio padrão.
Não houve problemas quanto à recuperação em ambos os grupos. O tempo
médio do G 0,25 foi de 33,40 ± 16,24 minutos e no G 0,33 foi de 29,33 ± 15,06 minutos, não
existindo diferença significativa entre os grupos.
M30 M60 M120 M180 M240 M300
Extensão do bloqueio
Momento
Direito Esquerdo
T
2
L
5
L
3
L
1
T12
T
10
T
8
T
6
T
4
L
7
6 - DISCUSSÃO
A técnica escolhida para a realização da anestesia peridural torácica em cães
neste estudo resultou da extrapolação da técnica tradicional realizada em humanos, de
estudos pilotos executados pelo autor e de artigos científicos realizados em cães. Em
humanos a técnica consiste em dois tipos de abordagens, mediana e paramediana, ambas
foram tentadas anteriormente em estudo piloto, aplicando-se azul de metileno. Constatou-se
à necropsia que todas as oito tentativas foram realizadas fora do espaço peridural, devido à
anatomia das vértebras torácicas do cão, que não permitem uma punção na região próxima
de T5-T6, devido à angulação do processo espinhoso das vértebras torácicas. A escolha
pela punção lombossacra no espaço entre L7-S1, levou em conta o risco de evitar lesão
medular, já que nessa região a medula espinhal em cães não se encontra mais presente.
O decúbito escolhido para a cateterização peridural se mostrou eficaz para se
realizar a punção e introdução do cateter, contudo o trajeto do cateter ao longo do espaço
muitas vezes foi dificultado pelo difícil alinhamento da coluna vertebral dos animais. O
decúbito lateral se mostrou mais vantajoso para realizar o trajeto do cateter ao longo do
espaço, porém a punção peridural foi mais dificultosa. Nishi et al., (2006), afirmaram que
não houve diferença entre o posicionamento sentado ou em decúbito lateral do paciente na
introdução do cateter, porém com o paciente sentado houve maior estimulação vagal.
Parâmetro este não avaliado em nosso estudo.
Em um estudo realizado em humanos observou-se que o cateter peridural após
ser introduzido não teve relação com o posicionamento da agulha nem com o
direcionamento do bisel, portanto migrou na direção caudal ou cranial independentemente
do desejo do anestesista (CHOI et al., 2006). Hipótese essa que não foi corroborada em
nosso estudo provavelmente devido ao tamanho do espaço peridural em cães ser menor
que em humanos.
O exame radiográfico foi eficaz na confirmação do posicionamento do cateter, o
mesmo não se mostrou opaco ao exame radiográfico, apesar da indicação do fabricante,
necessitando de injeção de contraste não iodado
28
(0,3ml) suficiente para preencher o
cateter.
A técnica utilizada difere das encontradas durante revisão da literatura como
Funayama et al. (2003) que realizaram a remoção cirúrgica do processo espinhoso de T3
para a introdução do cateter, ou Meissner et al. (1999) que realizaram a punção entre L4-L5
e introduziram o cateter até T2. A dificuldade foi evidente uma vez que somente 43,75% das
vezes o cateter fluiu com tranqüilidade pelo espaço peridural, o que poderia ser facilmente
resolvido com a utilização da fluoroscopia. Hobaika (2008) em uma revisão sistemática
relata que somente 5 cm do cateter deve ser inserido no espaço peridural em humanos,
devido a alta incidência de complicações que esta técnica pode acarretar. Neste estudo,
contudo o cateter percorreu a extensão de 19 corpos vertebrais sem evidenciar
complicações pós-anestésicas.
Em um estudo clínico com 113 pacientes humanos ambulatoriais, foi relatada
existência de complicações como sangramento no local da punção e perfuração da dura-
máter, e que apesar de realizar punções múltiplas e considerar a dificuldade da técnica a
punção quando realizada com as devidas precauções e sob anestesia geral foi segura, pois
não houve nenhuma seqüela neurológica (BESSA et al., 2008).
Também ocorreram complicações semelhantes, porém a principal complicação
foi o enrolamento do cateter o que limita a execução da técnica e revela a necessidade de
se realizar várias punções, podendo levar a complicações maiores como hemorragia da
região e trauma local ocorrido em alguns animais, que apresentaram hematoma e edema
após punções repetidas. Porém como Bessa et al., (2008) não houveram complicações
neurológicas.
Cesur et al., (2005) relataram que a aplicação de anestésico local após a punção
peridural e antes da inserção do cateter melhorou a qualidade da anestesia e reduziu a
incidência de complicações quando da inserção do cateter, prevenindo parestesia,
28
Omnipaque; Farmasa – Laboratório Americano de Farmacoterapia SA.- São Paulo - SP
canulação intravenosa e sub-dural, em contraste à aplicação do anestésico local apenas
após a inserção do cateter.
Durante o estudo não foi realizada nenhuma injeção de anestésico local
préviamente a introdução do cateter, porém também não foi relatada nenhuma complicação
como as descritas por Cesur et al., (2005), entretanto talvez a facilidade na inserção do
cateter após a administração do anestésico local relatada pelo mesmo autor poderia ser um
fator relevante.
A utilização do cateter peridural para este tipo de anestesia se mostrou indicada,
pois não evidenciou complicações uma vez que o cateter já estava posicionado no local
correto. Em geral procedimentos cirúrgicos realizados na região do tórax são considerados
como procedimentos que cursem com dor severa. Swalander et al., (2000) relataram o uso
de cateter peridural em 81 casos variando de 1 a 7 dias e não observaram complicações
relevantes na permanência do cateter, considerando então uma boa opção no controle da
dor pós operatória.
A ropivacaína foi o anestésico de escolha, devido ao tempo intermediário de
efeito quando comparada à lidocaína e à bupivacaína, sua menor toxicidade, e por
dispensar a adição de adrenalina como vasoconstrictor, o que poderia interferir no ritmo
cardíaco dos animais estudados.
A concentração de 0,75% de ropivacaína foi escolhida por ser uma concentração
intermediária em relação às disponíveis no mercado, e a mais utilizada na prática clínica do
autor. Porém, maiores estudos podem ser realizados em cães utilizando-se concentrações
menores, a fim de se comprovar o observado por Scott et al., (2005) de que nestas
condições haveria um bloqueio mais sensitivo do que motor.
No presente estudo procurou se utilizar dois volumes que são utilizados
normalmente na prática clínica, por via lombossacra, sendo o volume de 0,33 ml/kg o
máximo utilizado, devido ao intenso bloqueio simpático que pode ocorrer com volumes
maiores.
Funayama et al. (2003) relataram bloqueio simpático em estudo realizado com
cães da raça beagle onde foi utilizado o volume de 5 ml para cães com peso médio em torno
de 9 a 10 kg. Em humanos a bupivacaína em baixa concentração (0,25%) com alto volume
(10 ml), causou bloqueio simpático avaliado por termografia digital (Freise et al., 2008).
Neste estudo, mesmo com volumes adequados para a espécie houve redução da freqüência
cardíaca, pressão arterial sistólica, média e diastólica, principalmente aos 60 minutos, em
ambos os grupos, evidenciando um bloqueio simpático. Apesar do bloqueio simpático
Meissner et al., (1999) não evidenciaram diminuição da perfusão esplâncnica nem
gastrointestinal em cães utilizando um volume de 0,2 ml/kg.
Clemente & Carli (2008), ressaltaram que o bloqueio simpático é atingido de
forma dose-dependente. No presente estudo observou-se a necessidade de se testar
volumes menores, para talvez reduzir ou evitar o bloqueio simpático ocorrido.
A depressão respiratória foi evidenciada em quase todos os animais, devido a
elevação do CO2 acima de 50 mmHg. A respiração no cão é influenciada pela tonicidade
dos músculos intercostais e diafragma. Di Marco et al. (1997) e Stevens et al. (1998),
relataram que o nervo frênico emerge das raízes espinhais de C3 a C7, o que explicaria o
bloqueio total ou parcial do mesmo, levando a paralisia do diafragma.
Apesar de Lee et al., (2007) afirmarem que a dispersão do bloqueio é
influenciada pela flexão ou extensão do pescoço, onde a posição do pescoço flexionada
proporcionaria uma maior dispersão cranial, que o pescoço estendido ou na posição normal,
através da injeção de contraste, no presente estudo houve dispersão cranial mesmo com os
animais mantendo o pescoço estendidos, pois se encontravam em decúbito esternal, porém
um estudo mais detalhado como o de Lee et al., (2007) seria necessário.
Os músculos intercostais também contribuíram para a depressão já que o
anestésico foi depositado diretamente sobre as raízes dos nervos que enervam esses
músculos. Apesar da redução do volume expiratório forçado (VEF) e do volume corrente em
humanos, Groeben et al., (2002) indicam a anestesia peridural torácica como a técnica de
escolha para pacientes que necessitam de cirurgias da parede torácica em pacientes com
doença pulmonar obstrutiva crônica e asma. Sugimori et al. (1993), utilizaram lidocaína 2%
no volume de 0,1 ml/kg, e obtiveram redução do volume corrente e volume minuto em cães,
sob ventilação espontânea. Clemente & Carli (2008), ressaltam a necessidade de se avaliar
com critério o uso desta técnica em pacientes com doenças respiratórias.
Neste estudo, em conseqüência da necessidade de instituição da ventilação
controlada, as variáveis, volume corrente, volume minuto e freqüência respiratória, não
sofreram alterações significativas, não permitindo um estudo espirométrico comparativo, o
que se objetivada inicialmente à realização dos procedimentos experimentais.
O tempo de elevação do CO
2
acima de 50 mmHg, não variou entre os grupos,
porém um animal não necessitou de ventilação controlada. Talvez se for utilizado volume
inferior aos utilizados nesse estudo não haja elevação do CO
2
acima de 50 mmHg.
O valor utilizado como parâmetro para início da instituição da ventilação
controlada de CO
2
maior ou igual a 50 mmHg, foi determinado para que o acúmulo de CO
2
não levasse a redução no pH sanguíneo o que poderia interferir na dissociação do
anestésico local e levar a uma interpretação errônea do bloqueio. Entretanto em três
situações já em M0 os animais se apresentaram com valores de CO
2
maiores ou iguais a 50
mmHg
Ao contrário de Funayama et al. (2003), que não observou alterações no
equilíbrio ácido-base, nesse estudo foi observado uma discreta tendência a alcalose
metabólica, mas sem significado clínico já que os valores se encontraram dentro da
normalidade.
No presente estudo foi observado que no grupo com volume menor o bloqueio
ocorreu de forma mais gradual.
A inervação do plexo braquial no cão emerge de C6 a T2. Com a estimulação
elétrica foi observado que o plexo braquial foi totalmente bloqueado, através da resposta
negativa ao estímulo elétrico aplicado no membro torácico, que também foi revertido de
forma gradual.
O critério considerado para a avaliação de positivo / negativo seria o mesmo
considerado por Ewing et al., (1993), porém os animais ao longo do tempo apresentavam
respostas como aumento de frequência cardíaca, respiratória e elevação da pressão arterial,
o que indicou uma sensibilização do sistema nervoso autônomo simpático, que foi
considerado como redução do bloqueio de fibras sensitivas, portanto foi determinado que
com aumento superior a 20% de alguma das variáveis que indicassem possível atividade
simpática, logo após ou durante o estímulo seria considerada uma resposta positiva. No
entanto dois animais do grupo maior volume apresentaram a reversão total do bloqueio da
inervação do plexo braquial aos 240 minutos, pois responderam com uma das
características descrita por Ewing et al., (1993).
Alguns animais não apresentaram resposta ao teste do panículo, o que se deve
provavelmente a extensão do bloqueio ser maior que a extensão da enervação do panículo.
Não foi possível determinar a extensão cranial do panículo, pois o núcleo do panículo se
inicia em C7-T1 (ponto da administração do anestésico). Visser et al., (1998) descreveram
que a dispersão do bloqueio na anestesia peridural torácica difere da lombar pois o espaço
aumenta na direção crânio-caudal, portanto o anestésico tende a dissipar maior parte em
direção caudal que cranial, descreveram também que o anestésico deve ser aplicado no
ponto exato onde se deseja bloquear, o que foi confirmado com o presente estudo já que no
teste do panículo e no teste de estimulação elétrica, o bloqueio foi sendo revertido de forma
gradual em direção ao ponto de aplicação.
Já Visser et al., (2008) reafirmou que o fator mais importante para determinar a
extensão do bloqueio sensitivo, simpático e motor na anestesia peridural é o volume do
anestésico local administrado, enquanto o local da aplicação do anestésico determina o
padrão de distribuição do bloqueio sensorial.Hipótese esta que foi confirmada em nosso
estudo através do aparecimento mais gradual do bloqueio no G 0,25.
A idade também pode ser correlacionada com a distribuição do bloqueio, apesar
de que isso se mostrou mais evidente na região torácica que lombar. Este fator não pode
ser observado no presente estudo, pois os animais possuíam a mesma faixa etária.
Outras características do paciente como posicionamento, modo e velocidade da
injeção parecem exercer pouco ou nenhum efeito sobre a extensão do bloqueio sensorial,
porém isso é controverso, relata Visser et a., em 2008.
A recuperação em todos os animais foi tranqüila e suave, sem sinais de
agitação, neuro ou cardiotoxicidade. O tempo médio de recuperação foi igual
estatísticamente entre os grupos, porém foi observado maior tempo de recuperação nos
animais de peso mais elevado. O que provavelmente indicaria que o volume deve ser
ajustado em animais mais pesados.
A escolha da quantidade de anestésico foi baseada na massa corpórea dos
animais, porém devido à grande diversidade de conformações corpóreas, alguns animais
possuem a extensão do espaço peridural maior que outros, o que provavelmente tornou
inadequado o volume para esses animais, talvez haja a necessidade de maiores estudos
considerando-se o comprimento da coluna vertebral ao invés da massa corpórea.
7 – CONCLUSÃO
Frente aos objetivos propostos e nas condições experimentais deste estudo,
pode-se concluir que:
• A anestesia peridural torácica com ropivacaína a 0,75% nas duas doses estudadas foi
eficaz em realizar bloqueio sensitivo de toda a região torácica.
• Nas duas doses estudadas, ocorreu bloqueio simpático sem, contudo, maiores
conseqüências clínicas.
• Os protocolos testados resultaram em depressão respiratória, requerendo a utilização de
ventilação controlada logo após o início dos efeitos do anestésico local.
• A técnica de anestesia peridural torácica através da punção lombossacra e progressão
cranial do cateter é viável, mas não isenta de dificuldades e necessidade de treinamento
do profissional que irá realiza-la.
8 – REFERÊNCIAS
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Techniques in Regional Anesthesia and Pain Management. 2002; 6: 2: 50-55.
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ANEXOS
Anexo 1
Valores individuais de frequência cardiaca, segundo o número de animais e momentos
Dose
baixa M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 139 122 127 136 109 100 91
2 119 99 95 92 100 85 81
3 109 81 78 85 89 80 81
4 111 115 113 108 103 99 96
5 82 87 74 51 58 64 78
6 127 116 111 115 107 107 105
7 92 58 66 69 66 68 86
8 136 125 115 104 101 109 110
Dose Alta M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 120 83 96 117 111 114 109
2 109 100 100 117 107 105 113
3 109 86 90 98 100 103 89
4 115 115 109 119 93 89 102
5 89 83 65 68 76 62 54
6 111 107 98 110 68 73 76
7 118 66 70 77 64 50 54
8 119 93 64 63 76 90 107
Anexo 2
Valores individuais de pressão arterial sistólica média e diastólica respectivamente, segundo
o número de animais e momentos.
Dose
baixa
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1
144 130 125 144 112 123 136
2 137 106 112 101 107 117 117
3 109 70 85 96 104 100 98
4 115 108 110 117 138 125 147
5 128 104 112 123 138 148 150
6 130 110 102 119 111 127 132
7 183 140 129 130 125 152 150
8 92 131 104 102 108 110 113
Dose Alta
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 138 114 90 116 97 103 113
2 61 56 72 52 75 92 91
3 96 89 76 92 90 105 92
4 105 103 99 114 132 136 113
5 167 108 129 133 161 156 155
6 115 126 120 148 122 128 139
7
141 164 162 149 155 152 158
8 138 85 75 85 85 104 107
Dose
baixa
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 93 95 85 102 75 78 88
2 93 69 73 62 66 65 66
3 83 55 62 66 71 67 64
4 77 71 69 75 89 72 89
5 83 68 71 68 84 88 87
6 103 85 77 90 82 85 87
7 106 74 74 63 71 72 73
8 65 90 68 66 70 72 74
Dose Alta
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 99 78 70 94 72 74 85
2 48 44 52 40 53 60 60
3 81 74 59 69 69 76 66
4 75 70 65 78 80 84 72
5 106 69 76 74 95 84 83
6 86 87 84 105 74 78 85
7 106 95 89 65 70 73 77
8 106 60 46 50 51 65 69
Dose
baixa
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 72 82 67 86 59 62 70
2 78 54 58 47 50 49 50
3 69 47 52 55 58 55 52
4 65 59 57 63 73 53 69
5 66 57 56 52 66 71 67
6 88 71 62 75 68 69 70
7 65 58 57 44 55 52 54
8 49 75 55 54 57 59 60
Dose Alta
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 84 65 58 83 56 59 72
2 39 36 41 32 40 44 45
3 62 65 50 58 57 58 53
4 64 59 53 65 64 70 59
5 87 57 61 59 76 69 69
6 70 72 70 92 61 63 69
7 91 79 70 47 50 53 55
8 88 50 36 38 39 52 56
Anexo 3
Valores individuais de ETCO
2
, segundo o número de animais e momentos.
Dose
baixa
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 51 42 38 33 38 37 40
2 39 48 44 36 26 26 24
3 50 38 42 47 46 43 43
4 44 39 37 34 32 35 29
5 46 45 43 36 38 39 42
6 45 37 38 36 36 39 39
7 47 37 45 37 36 35 37
8 42 45 34 30 31 32 34
Dose Alta
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 45 37 50 45 38 39 36
2 42 46 40 35 36 38 37
3 53 43 41 41 44 39 39
4 33 42 42 45 41 35 34
5 46 50 34 38 35 35 35
6 49 37 40 39 31 31 33
7 44 35 36 41 38 35 33
8 47 45 36 37 43 38 39
Anexo 4
Valores individuais de pH, segundo o número de animais e momentos.
Dose
baixa
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 7,26 7,32 7,36 7,38 7,36 7,35 7,34
2 7,32 7,26 7,28 7,34 7,41 7,42 7,40
3
7,29 7,37 7,36 7,32 7,29 7,33 7,32
4 7,35 7,40 7,43 7,46 7,45 7,41 7,43
5 7,34 7,34 7,37 7,42 7,40 7,38 7,38
6 7,41 7,47 7,44 7,48 7,42 7,42 7,41
7 7,34 7,41 7,35 7,42 7,41 7,40 7,39
8 7,30 7,28 7,39 7,44 7,43 7,40 7,40
Dose Alta
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1
7,31 7,39 7,29 7,31 7,39 7,32 7,30
2 7,33 7,31 7,34 7,35 7,38 7,36 7,36
3 7,29 7,37 7,40 7,39 7,32 7,36 7,38
4 7,36 7,38 7,37 7,37 7,38 7,34 7,43
5 7,33 7,31 7,43 7,40 7,45 7,44 7,40
6 7,28 7,41 7,38 7,40 7,43 7,45 7,43
7 7,28 7,33 7,36 7,36 7,38 7,36 7,42
8 7,25 7,33 7,41 7,38 7,36 7,38 7,38
Anexo 5
Valores individuais de PaCO
2
, segundo o número de animais e momentos.
Dose
baixa
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 49,1 38,4 36,1 31,7 38,2 38,0 39,7
2 45,3 53,9 49,2 43,9 34,6 32,7 37,4
3 49,0 38,5 41,9 48,2 49,4 45,6 46,5
4 45,2 38,5 34,6 30,8 32,2 33,9 31,7
5 45,1 46,4 42,7 34,6 35,6 41,3 42,1
6 43,7 35,6 38,0 34,1 39,0 40,0 41,0
7 45,5 35,3 44,9 37,8 36,0 35,0 35,1
8 43,5 46,2 34,7 30,0 31,9 33,5 35,0
Dose Alta
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 43,7 33,1 46,1 47,1 34,3 46,3 48,3
2 40,7 44,3 41,5 38,7 38,4 38,5 40,1
3 50,6 40,5 38,6 38,9 46,4 40,0 40,6
4 35,9 37,4 39,3 38,0 37,2 44,3 32,9
5 46,9 52,4 34,1 37,1 32,7 33,3 38,4
6 54,3 35,9 38,2 36,9 33,5 33,0 34,3
7 42,7 32,3 31,9 36,2 34,3 34,8 29,7
8 55,1 45,1 36,1 40,0 43,5 39,9 39,5
Anexo 6
Valores individuais de BE, segundo o número de animais e momentos.
Dose
baixa
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 -5,5 -5,6 -4,6 -5,3 -3,7 -4,4 -4,2
2 -2,7 -3,5 -3,6 -2,4 -2,4 -3,0 -1,7
3 -3,9 -3,3 -1,9 -1,9 -3,7 -2,4 -2,3
4 -0,9 -0,8 -1,0 -1,4 -0,5 -2,7 -2,7
5 -1,7 -0,8 -0,7 -1,8 -2,4 -0,9 -0,7
6 2,2 1,7 1,5 1,5 0,9 1,0 1,1
7
-1,3 -2,3 -1,0 -0,2 -1,5 -2,3 -3,5
8 -3,9 -3,7 -3,7 -2,2 -2,8 -3,4 -2,4
Dose Alta
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 -4,4 -4,4 -4,4 -3,1 -3,4 -2,4 -2,6
2 -4,6 -4,0 -3,4 -3,8 -2,6 -3,5 -2,5
3 -3,2 -2,0 -0,9 -1,4 -2,4 -2,9 -1,2
4 -5,0 -3,1 -2,6 -2,9 -2,5 -2,0 -2,1
5
-1,3 -0,6 -1,6 -1,5 -1,1 -1,4 -1,1
6 -1,6 -2,0 -2,5 -2,0 -1,6 -1,0 -0,9
7 -6,2 -7,9 -6,6 -4,1 -4,4 -4,9 -4,6
8 -3,3 -2,0 -1,8 -1,4 -1,3 -1,6 -1,6
Anexo 7
Valores individuais de BE, segundo o número de animais e momentos.
Dose
baixa
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 -5,5 -5,6 -4,6 -5,3 -3,7 -4,4 -4,2
2 -2,7 -3,5 -3,6 -2,4 -2,4 -3,0 -1,7
3 -3,9 -3,3 -1,9 -1,9 -3,7 -2,4 -2,3
4 -0,9 -0,8 -1,0 -1,4 -0,5 -2,7 -2,7
5 -1,7 -0,8 -0,7 -1,8 -2,4 -0,9 -0,7
6 2,2 1,7 1,5 1,5 0,9 1,0 1,1
7 -1,3 -2,3 -1,0 -0,2 -1,5 -2,3 -3,5
8 -3,9 -3,7 -3,7 -2,2 -2,8 -3,4 -2,4
Dose Alta
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 -4,4 -4,4 -4,4 -3,1 -3,4 -2,4 -2,6
2 -4,6 -4,0 -3,4 -3,8 -2,6 -3,5 -2,5
3 -3,2 -2,0 -0,9 -1,4 -2,4 -2,9 -1,2
4 -5,0 -3,1 -2,6 -2,9 -2,5 -2,0 -2,1
5 -1,3 -0,6 -1,6 -1,5 -1,1 -1,4 -1,1
6 -1,6 -2,0 -2,5 -2,0 -1,6 -1,0 -0,9
7 -6,2 -7,9 -6,6 -4,1 -4,4 -4,9 -4,6
8 -3,3 -2,0 -1,8 -1,4 -1,3 -1,6 -1,6
Anexo 8
Valores individuais do teste de pinçamento de pele, segundo o número de animais e
momentos pelo avaliador 1.
Avaliador 1
Dose Baixa
M1 M2 M3 M4 M5 M6
D/E D/E D/E D/E D/E D/E
1 0/L1 0/L2 0/0 0/0 T1/T1 C6/C6
2 0/T6 0/T6 0/T2 T10/T1 T5/T1 T2/T1
3 T2/0 0/0 0/0 T12/0 T7/T7 T7/T6
4 T12/T12
T12/T10
T12/T11
T12/T11
T13/T12
T4/T1
5 0/0 0/0 0/0 0/0 T9/T9 T4/T2
6 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0 T12/T12
7 0/0 0/0 T7/T10 T7/T8 T4/T6 T4/T3
8 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0
Dose Alta
M1 M2 M3 M4 M5 M6
D/E D/E D/E D/E D/E D/E
1 T13/T11
0/0 L2/0 0/0 0/0 T9/T6
2 L4/L2 0/0 0/0 0/0 T7/T7 T1/T6
3 L1/0 0/0 0/0 0/0 T13/T7 T8/T5
4 0/0 T12/0 L2/T12 0/0 0/T12 0/T12
5 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0 T11/T10
6 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0
7 T9/T5 L4/T7 T9/T3 T8/T2 T7/T2 T6/T1
8 0/0 0/0 0/0 0/0 T2/T2 T1/T1
Anexo 9
Valores individuais do teste de pinçamento de pele, segundo o número de animais e
momentos pelo avaliador 2.
Avaliador 2
Dose Baixa
M1 M2 M3 M4 M5 M6
D/E D/E D/E D/E D/E D/E
1 T11/0
L2/L2 T10/0 T6/T4 T4/T3 T2/T3
2 0/T7 0/T7 0/T2 T11/T2 T7/T2 T2/T1
3 0/0 0/0 0/0 T11/0 T7/T7 T5/T7
4 0/T12
T12/T12 L3/T12 L1/T11 T12/T2 T13/T1
5 0/0 0/0 0/0 0/0 T10/T7 T10/T1
6 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0 L1/T11
7 0/0 0/0 T12/T9 T10/T11 T3/T9 T3/T8
8 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0
Dose Alta
M1 M2 M3 M4 M5 M6
D/E D/E D/E D/E D/E D/E
1 0/0 0/0 0/0 0/0 T2/0 T1/T6
2 0/0 0/0 0/0 0/0 T5/T7 T2/T6
3 0/0 0/0 0/0 0/0 0/T7 T11/T5
4 0/0 0/0 0/0 0/T13 0/L2 T11/T11
5 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0 T12/L1
6 0/0 0/0 0/0 0/0 0/0 T13/T13
7 L5/T8
0/T4 L3/T3 T11/T3 T13/T3 T5/T2
8 0/0 0/0 0/0 0/0 T2/T2 T2/T1
Anexo 10
Valores individuais do teste de estimulação elétrica, segundo o número de animais e
momentos.
Dose
Baixa M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 NEG NEG NEG NEG NEG NEG
2 *POS *POS *POS *POS *POS *POS
3 NEG NEG NEG *POS *POS *POS
4 NEG NEG NEG *POS *POS *POS
5
NEG NEG NEG *POS *POS *POS
6 NEG NEG NEG *POS *POS *POS
7 NEG NEG NEG NEG NEG NEG
8 NEG *POS *POS *POS *POS *POS
Dose Alta
M1 M2 M3 M4 M5 M6
1 NEG NEG NEG NEG NEG NEG
2 NEG NEG NEG NEG NEG NEG
3
NEG NEG NEG NEG *POS *POS
4 NEG NEG NEG NEG NEG *POS
5 NEG NEG NEG *POS *POS *POS
6 NEG NEG NEG NEG NEG *POS
7 *POS *POS *POS *POS POS -
8 NEG NEG NEG *POS POS -
* Aumento de parâmetros hemodinâmicos
Anexo 11
Valores individuais do tempo em minutos que levou para que a ETCO2 ultrapasasse 50
mmHg, segundo o número de animais e momentos.
Dose
Baixa
Minutos
Dose
Alta
Minutos
1 10 1 8
2 NÃO 2 20
3 11 3 9
4 11 4 8
5 15 5 14
6 14 6 10
7 15 7 14
8 13 8 3
Anexo 12
Valores individuais do tempo em minutos para recuperação, segundo o número de animais e
momentos.
Dose
Baixa
Minutos
Dose
Alta
Minutos
1 32 1 -
2 - 2 20
3 23 3 29
4 - 4 57
5 18 5 17
6 34 6 -
7 60 7 34
8 - 8 19
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