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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PRODUÇÃO VEGETAL
FRANCIS TOCAFUNDO
AVALIAÇÃO DE ISOLADOS DE TRICHODERMA SPP. NO CONTROLE DE
PHYTOPHTHORA PALMIVORA EM MAMOEIRO.
ILHÉUS - BAHIA
2008
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FRANCIS TOCAFUNDO
AVALIAÇÃO DE ISOLADOS DE TRICHODERMA SPP. NO CONTROLE DE
PHYTOPHTHORA PALMIVORA EM MAMOEIRO.
Dissertação apresentada, para obtenção do título
de mestre em Produção Vegetal, pela Universidade
Estadual de Santa Cruz.
Área de concentração: Proteção de Plantas
Orientadora: Profª. Dra. Edna Dora Martins
Newman Luz
ILHÉUS - BAHIA
2008
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FRANCIS TOCAFUNDO
AVALIAÇÃO DE ISOLADOS DE TRICHODERMA SPP. NO CONTROLE DE
PHYTOPHTHORA PALMIVORA EM MAMOEIRO.
Ilhéus - BA, 20/06/2008.
______________________________________
Edna Dora Martins Newman Luz – Phd
UESC/CEPLAC
(Orientadora)
______________________________________
Jorge Teodoro de Souza – Phd
UFRB/DCAA
______________________________________
José Luiz Bezerra - Phd
UESC/CEPLAC
________________________________________
Álvaro Figueredo dos Santos - DS
EMBRAPA - CNPF
DEDICATÓRIA
Aos meus pais, Hugo Roberto Tocafundo e Lucia
Bezerra Silva Tocafundo, pelo amor, carinho e
exemplos de vida, dedico.
A meu avô José Moreira Silva, que me incentivou
a prosseguir na jornada, ofereço.
AGRADECIMENTO
A Deus por ter me fornecido coragem para lutar e perseverar nessa caminhada.
A Dra. Edna Dora M. N. Luz, pela orientação, oportunidade, paciência, amizade,
incentivo que foram fundamentais no cumprimento dessa jornada.
Ao Dr. Jorge Teodoro de Souza pela orientação, apoio, incentivo e conhecimentos
compartilhados.
Ao Dr. José Luiz Bezerra e ao Dr. Marival Lopes pela amizade, carinho, colaboração,
companheirismo e mensagens de otimismo.
A Dra. Stela Dalva Midlej e Dra. Karina Peres Gramacho pelas opiniões, incentivo,
amizade e colaboração.
Ao Dr. Enilton Nascimento e a Fazenda Caliman, pelas mudas de mamoeiro cedidas
para a realização do presente trabalho.
A FAPESB, pelo apoio financeiro pela concessão da bolsa de Mestrado,
possibilitando o desenvolvimento da dissertação.
A Ana Rosa Niella Cerqueira, pela cooperação, amizade, paciência e carinho.
A Renatinha, Tacila e Giltemberg, pela paciência e ajuda nos momentos de mais
dificuldade.
A Ananias (Seu Nani), pela amizade que me dedica e pela ajuda nas inúmeras vezes
que plantamos as mudas de mamão.
As minhas amigas, Lívia e Leila Lima, pela amizade, carinho.
Ao pesquisador Lindolfo Pereira Santos Filho pelo auxilio nas análises estatísticas.
Aos parceiros do laboratório de Fitopatologia: Ademilde, Cenilda, Denise, Dilze,
Eduardo, Márcia, Tita, Lurdinha, Joel, Mag, Marquinhos, Aline, Dany, Elisa, Lore, Cris, Neto,
que me incentivaram nas horas mais difíceis e que cooperaram para que tudo desse certo o
meu obrigado de coração.
Aos colegas de turma do Programa de Pós Graduação em Produção Vegetal, pelo
convívio e pela amizade.
A todos aqueles que direta e indiretamente, contribuíram para realização deste
trabalho.
SUMÁRIO
RESUMO....................................................................................................................vii
ABSTRACT...............................................................................................................viii
1.INTRODUÇÃO..........................................................................................................1
2.REVISÃO BIBLIOGRÁFICA.....................................................................................4
2.1. Origem, descrição e importância econômica do mamoeiro................................. 4
2.2. Podridão do pé e dos frutos (Phytophthora palmivora) .......................................5
2.3. Métodos de controle da Podridão das raízes e dos frutos do mamoeiro.............7
2.4.Trichoderma como agente de controle......................... .......................................9
3. METODOLOGIA....................................................................................................13
3.1. Obtenção, manutenção e multiplicação dos isolados de Trichoderma spp........13
3.2. Preparo do inóculo de Trichoderma spp.............................................................13
3.3. Seleção de isolados de P. palmivora para as inoculações.................................14
3.4. Crescimento micelial e produção de zoósporos de isolados de P. palmivora
de mamoeiro.......................................................................................................15
3.5. Preparo do inóculo de Phytophthora palmivora..................................................18
3.6. Seleção de isolados de Phytophthora palmivora ...............................................18
3.7. Avaliação do efeito dos isolados de Trichoderma spp sobre o crescimento de P.
palmivora...............................................................................................................18
3.8. Inoculação em frutos...........................................................................................20
3.8.1. Inoculação de Trichoderma spp. em frutos......................................................20
3.8.2. Inoculação de P. palmivora em frutos..............................................................21
3.8.3. Avaliação, número de isolados utilizados por ensaio e análise dos
dados....................................................................................................................22
3.8.3.1 Experimento 1................................................................................................22
3.8.3.2 Experimento 2................................................................................................22
3.8.3.3 Experimento 3................................................................................................23
3.9. Inoculação em mudas de mamoeiro...................................................................23
3.9.1. Preparo de mudas............................................................................................23
3.9.2. Infestação com Trichoderma spp.....................................................................24
3.9.3. Inoculação das mudas com Phytophthora palmivora.......................................24
3.9.4. Avaliação, número de tratamentos por experimento e análise dos
dados....................................................................................................................25
3.9.4.1 Experimento 1................................................................................................25
3.9.4.2 Experimento 2................................................................................................26
3.9.4.3 Experimento 3................................................................................................26
4. RESULTADOS.......................................................................................................28
4.1. Crescimento micelial e produção de zoósporos de isolados de P. palmivora
de mamoeiro.......................................................................................................28
4.2. Efeito in vitro dos isolados de Trichoderma spp. sobre o crescimento
de P. palmivora...................................................................................................28
4.3. Escolha da concentração adequada de inóculo de Phytophthora......................29
4.4. Efeito de isolados de Trichoderma na infecção causada por
Phytophthora palmivora em frutos de mamoeiro.................................................31
4.4.1. Experimento 1..................................................................................................31
4.4.2. Experimento 2..................................................................................................32
4.4.3. Experimento 3..................................................................................................35
4.5.Testes com isolados de Trichoderma para controle da infecção em mudas
de mamoeiro inoculados com P. palmivora.........................................................35
5.DISCUSSÃO...........................................................................................................45
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS...................................................................................49
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .....................................................................50
AVALIAÇÃO DE ISOLADOS DE TRICHODERMA SPP. NO CONTROLE DE
PHYTOPHTHORA PALMIVORA EM MAMOEIRO.
RESUMO
O Brasil é o maior produtor mundial de mamão. Existem várias doenças fúngicas
do mamoeiro que reduzem a produção. Dentre estas doenças destacam-se, no sul da
Bahia, as podridões do pé e dos frutos causadas por Phytophthora palmivora. Este
trabalho teve como objetivo avaliar o efeito de 18 isolados de Trichoderma spp., (8
espécies) no controle in vitro e in vivo em frutos e mudas de mamoeiro inoculadas com
P. palmivora. Testes in vitro foram realizados em BDA pareando-se os isolados de
Trichoderma spp. com o isolado 356 de P. palmivora. Nos testes para avaliar o controle
em frutos, estes foram tratados com Trichoderma através da imersão em suspensões a
concentração de 1x10
7
conídios/ml, por 5 minutos, 24h antes de serem inoculados com
discos de colônias de P. palmivora. À mudas de mamoeiro, com 60 dias de idade,
aplicou-se 5mL de suspensões a concentração de 1x10
7
conídios/ml de Trichoderma
spp. ao substrato e, uma semana depois, elas foram inoculadas com 1mL da
suspensão de P. palmivora na concentração de 5x10
5
zoósporos/ml pelo método de
imersão. Observou-se que os isolados ES6, 312, 2995, Tc26, 291, 905, Tc35, Tc25,
ES5, T.atro, Tc54, SF04, ET2 e 7CC inibiram in vitro o crescimento micelial de P.
palmivora (Teste Dunnett, P>0,05). Em frutos, em 6 experimentos realizados, apenas
os isolados 2995 e SF04 reduziram em mais de 50% as lesões causadas por P.
palmivora. O método de inoculação e a concentração de inóculo utilizados para mudas
permitiram a expressão da virulência do patógeno e todas as mudas dos tratamentos
testemunha (inoculação com Phytophthora apenas), nos 6 experimentos realizados
morreram entre 3 e 10 dias após a inoculação. As percentagens de plantas mortas nos
tratamentos com Trichoderma spp. variaram de 50 a 100%. Nenhum dos 18 isolados
testados apresentou eficiência na redução da infecção por Phytophthora em mudas e
também, de modo geral, não atuaram positivamente no desenvolvimento das mudas
em relação à testemunha sem inoculação.
Palavras - chave: Carica papaya; controle biológico; Trichoderma spp.,
Phytophthora palmivora.
EVALUATION OF TRICHODERMA SPP. ISOLATES TO CONTROL
PHYTOPHTHORA PALMIVORA IN PAPAYA.
ABSTRACT
Brazil is the largest papaya producer in the world. There are several fungal
diseases of papaya causing decrease in fruit production mainly foot and fruit rots
caused by Phytophthora palmivora. This work aimed to evaluate the effect of 18
isolates of Trichoderma spp. (8 species) to control P. palmivora in vivo (fruits and
seedlings) and in vitro. In the in vitro tests the Trichoderma isolates were paired with
the 356 P. palmivora isolate. To evaluate control in fruits they were immersed for 5
minutes in suspensions of each of the Trichoderma spp. isolates (1x10
7
conidia/ml)
and, 24 hours later, the fruits were inoculated with mycelial discs of P. palmivora.
Papaya seedlings, 60 days old, were treated with Trichoderma (5mL of 1x10
7
conidia/ml) and 8 days later inoculated with 1ml of a P. palmivora suspension
(5x10
5
zoospores/ml). The isolates ES6, 312, 2995, Tc26, 291, 905, Tc35, Tc25, ES5,
T.atro, Tc54, SF04, ET2 e 7CC inhibited the mycelial growth of the P. palmivora
isolate, differing significantly from the control at 5% probability by Dunnett’s test.
Isolates 2995 and SF04 reduced fruit lesion size in more than 50%. The inoculation
method and the zoospores concentration used to inoculate papaya seedlings
expressed the pathogen virulence, killing all control seedlings (only inoculated with P.
palmivora) in all oh the 6 experiments conducted. The seedlings treated with
Trichoderma and inoculated with P. palmivora showed percentage of dead plants
between 50% and 100%. None of the 18 Thichoderma spp. isolates used reduced
the Phytophthora infection in papaya seedlings and did not improve the development
of the seedlings as compared to the control plants.
Keywords: Carica papaya; biological control; Trichoderma spp., Phytophthora
palmivora.
1. INTRODUÇÃO
O mamoeiro (Carica papaya L.) é uma das fruteiras tropicais mais cultivadas e
consumidas nas regiões tropicais e subtropicais do mundo. O Brasil é o principal
produtor mundial de mamão, representando 24,0% do total mundial. A produção de
2006 representou um recorde nacional, com 1.897.639 t e um incremento de 20,6%
em relação a 2005. A área colhida somou 36.650 ha; e o rendimento médio, 51,77 kg/
ha. A Bahia é o líder, com uma produção de 914.679 t de mamão, 48,2% do total
nacional. Em relação a 2005, a produção baiana cresceu 25,8%. No estado, estão 13
dos 20 municípios maiores produtores de mamão (IBGE, 2007). O Brasil está entre os
principais países exportadores, tendo o mercado europeu como principal alvo. No ano
de 2001, o volume exportado atingiu 22.804 t, com um valor de US$18.503 milhões
(MAMÃO, 2003).
Esta cultura é atacada por uma grande diversidade de doenças fúngicas que
reduzem a produção de frutos. Dentre estas doenças, destacam-se no sul da Bahia
as podridões-do-pé e dos frutos causadas por Phytophthora palmivora, que estão
entre os principais problemas fitossanitários da cultura. Phytophthora palmivora
infecta uma ampla gama de hospedeiros entre os quais: citrus (Citrus spp. L),
coqueiro (Cocos nucifera L.), seringueira (Hevea brasiliensis Wild. ex. Juss), abacaxi
(Ananas cosmosus L. Merril), algodão (Gossypium hirsutum L.), cacau (Theobroma
cacao L.) e mamão (ERWIN E RIBEIRO, 1996). No Brasil, foi relatada a ocorrência
desta doença em mamoeiro nos estados da Bahia, Espírito Santo, Amazonas, São
Paulo, Pará, Maranhão e Pernambuco (REIS et al., 1997, SILVA, 2001). Este último
autor menciona que a doença ocorre possivelmente em todos os estados brasileiros
onde é cultivado o mamoeiro.
A planta com esta doença apresenta amarelecimento de folhas, queda
prematura de frutos, murcha do topo, tombamento e morte. Em plantas mais
resistentes, pode haver infecção do caule próximo ao pedúnculo adjacente, tornando
o fruto enrugado e causando sua queda prematura ao solo, onde há liberação dos
esporos do patógeno, esporângios, zoósporos e clamidósporos (OLIVEIRA et al.,
1999). Como há abundante esporulação nos frutos, a doença é vulgarmente
conhecida como “barba de papai-noel”. Nos frutos maduros observa-se uma
podridão em que os tecidos ficam consistentes, recobertos por um micélio aéreo
cotonoso (OLIVEIRA et al., 1999).
Phytophthora palmivora esporula com facilidade sobre o tecido infectado, e na
presença de água libera os zoósporos, os principais propágulos infectivos que, por
serem móveis em água, são disseminados facilmente por respingos de chuva ou de
irrigação, infectando os frutos na mesma planta ou de uma planta para outra (LUZ e
MATSUOKA, 2001; HUNTER; KUNNIMOTO 1974).
Dentre as medidas fitossanitárias para controlar esta doença são utilizados os
métodos cultural, químico, genético e biológico. O método cultural consiste na
remoção do material doente das áreas infectadas e em evitar o plantio em solos
encharcados e com má drenagem (KO, 1994).
Há dificuldades de obter cultivares de mamoeiro resistentes e com alta
produtividade restando, portando, no uso de agroquímicos, o que representa um
risco tanto ao pessoal envolvido na sua aplicação quanto aos consumidores dos
frutos. Além disso, seu uso é antieconômico devido à necessidade de várias
aplicações, o que onera os custos de produção e traz conseqüências ambientais
indesejáveis. O uso de agentes biológicos para o controle de enfermidades possui
menor restrição quanto ao impacto ambiental e o risco de contaminação é reduzido
(BASTOS, 2003), no entanto, ainda não se dispõem de produtos comprovadamente
eficientes para o controle da podridão das raízes e dos frutos.
O gênero Trichoderma, pertencente à Ordem Hypocreales, é representado
por fungos não patogênicos, que habitam o solo ou encontram-se como endofiticos
em plantas e que exercem antagonismo a vários fitopatógenos, através do
parasitismo e/ou antibiose (KRUGNER e BACCHI, 1995), bem como, por
hiperparasitismo (MELO, 1998). De um modo geral o gênero possui algumas
características que são essenciais para um agente de biocontrole, tais como: ser
inócuo ao ser humano e não apresentar impacto negativo ao meio ambiente;
produzir propágulos (conídios e clamidósporos) em profusão principalmente em
substratos naturais (SPIEGEL & CHET, 1998); apresentar rápido crescimento,
poucas exigências nutricionais, e produzir enzimas líticas que digerem a parede
celular de fitopatógenos (MELO, 1991). Como também possui forte habilidade
competitiva, produz antibióticos e induz lise. Trichoderma é muito usado como
agente de biocontrole para diversas enfermidades de plantas.
Espécies de Trichoderma sempre são associadas com raízes de planta e
ecossistemas de raiz. Alguns autores definem estas espécies como simbiontes de
plantas, organismos avirulentos, oportunísticos, capazes de colonizar raízes de
planta através de mecanismos semelhantes às micorrizas e produzir combinações
que estimulam crescimento e mecanismos de defesa nas plantas (HARMAN et al.,
2004).
Há dados abundantes na literatura descrevendo modificações na rizosfera por
antagonistas de controle biológico – ACB do gênero Trichoderma impedindo a
colonização de plantas por patógenos através da liberação de antibióticos e
metabólitos tóxicos. A maioria das espécies produz metabólitos tóxicos voláteis e
não-voláteis tais como ácido harzianico, alameticinas, tricholinas, antibióticos, 6-
pentil-pirano, massoilactona, viridinas, gliovirinas, glisopreninas, ácido heptelidico e
outros. A combinação de enzimas hidrolíticas e antibióticos resulta em níveis
elevados de antagonismo quando comparado à ação destes isoladamente
(HOWELL, 1998).
Poucos trabalhos foram encontrados na literatura relatando resultados com o
uso de BCAs no controle de Phytophthora spp. que causam podridões de raízes em
plantas. Entre os relatos encontrados destacamos os efeitos positivos de espécies
de Gliocadium (SAWANT et al. 1995, COSTA et el. 1996), Microthecium (GEES e
COFFEY 1989) e Trichoderma (KELLEY, 1976; SAWANT et al. 1995, COSTA et el.
1996) no controle de patógenos do gênero Phytophthora.
Os objetivos deste trabalho foram: i, avaliar a eficiência in vitro dos isolados
de Trichoderma spp. sobre o crescimento de P. palmivora; ii, avaliar o efeito de
isolados de Trichoderma spp. no controle da podridão de frutos do mamoeiro; iii,
avaliar o efeito de isolados de Trichoderma spp. no controle da podridão das raízes
do mamoeiro.
14
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 Importância econômica do mamoeiro
O mamoeiro cientificamente denominado Carica papaya L., pertence à classe
Dicotyledoneae, subclasse Archichalamydeae, ordem Violales, subordem Caricineae,
família Caricaceae e gênero Carica (BADILLO,1993). Seu centro de origem é
provavelmente o noroeste da América do Sul, ou mais precisamente a Bacia
Amazônica superior, fato que caracteriza o mamoeiro como uma planta tipicamente
tropical (SANCHES; DANTAS, 1999).
A espécie Carica papaya L. possui plantas dióicas, monóicas ou hermafroditas,
geralmente com 3,00 m a 8,00 m de altura, caule em torno de 20 cm de diâmetro,
herbáceo-lenhoso, suculento, ereto, marcado por numerosas cicatrizes foliares, com
um grupo denso de grandes folhas na região apical. Possuem folhas alternadas,
limbos foliares (até 0,70m de diâmetro), longo-pecioladas, ovais ou orbiculares, com 7
a 11 nervuras principais, apresentando-se mais saliente na face abaxial. Os lobos
foliares são em número de 7, 9, ou mais frequentemente 11, inteiros, verde-mate na
face superior e verde-pálido na face inferior. Os pecíolos são cilíndricos, geralmente
com 0,50 m a 0,70 m de comprimento, podendo chegar a 1,00 m, verde-pálidos, ás
vezes vermelho-vinosos (BADILLO, 1993).
Segundo Luna (1980), o mamoeiro apresenta sistema radicular pivotante, com
raiz bastante desenvolvida, classificada como napiforme. As raízes apresentam
coloração esbranquiçada, ramificando-se de forma radial, com distribuição em maior
quantidade nos primeiros 30 cm do solo (MARIN; GOMES, 1986). O Ao apresenta
três tipos de flores, que leva as plantas a serem classificadas como: hermafroditas,
femininas e masculinas. De maneira geral, as plantas hermafroditas têm uma
inflorescência relativamente curta com predominância de flores hermafroditas; as
plantas femininas têm uma inflorescência curta, a qual apresenta somente flores
femininas; enquanto as plantas masculinas são caracterizadas pelo maior
15
comprimento do pedúnculo, com flores cimosas, com ovário estéril (MARTINS;
COSTA, 2003).
O fruto é uma baga de forma variável de acordo com o tipo de flor, podendo ser
arredondado, oblongo, alongado, cilíndrico e piriforme. A casca é fina, lisa, de
coloração amarelo-clara a alaranjada, protegendo uma polpa de 2,5 cm a 5,0 cm de
espessura e de coloração que pode variar de amarela, rosada a alaranjada. Pode
atingir 50 cm de comprimento e pesar até 10 quilos. As sementes são pequenas,
redondas, rugosas, recobertas por uma camada mucilaginosa, apresentando
coloração de acordo com a variedade (LUNA, 1980).
2.2 Podridão do pé e dos frutos (Phytophthora palmivora)
O pseudofungo Phytophthora palmivora (syn.: Phytophthora faberi Maubl.),
pertence ao Reino Straminipila, Filo Oomycota, Classe Oomycetes, Ordem Pythiales
e Família Pythiaceae (LUZ, 2000). O patógeno é variável fisiologicamente e é capaz
de infectar dezenas de outras plantas sendo o agente etiológico da podridão-das-
raízes e dos frutos do mamoeiro (ZENTMYER et al., 1977).
O patógeno produz um micélio denso e cotonoso, com esporangióforos
delgados, simples ou pouco ramificados. Os esporângios são papilados, caducos,
ovóides, medindo em média 50 a 30 µm. Os zoósporos biflagelados são produzidos
no interior dos esporângios. Clamidósporos, sempre presentes na espécie,
apresentam diâmetro médio de 3,8 µm e espessura da parede de 0,2 µm (REZENDE;
MARTINS, 2005).
A podridão causada por P. palmivora em mamoeiro foi primeiramente
reportada nas Filipinas em 1916, depois no Ceilão em 1924, ocorrendo também na
Malásia, Austrália, Brasil, Espanha e Taiwan (KO, 1971). No Brasil, Batista (1946) faz
referência a P. palmivora em mamoeiros nos estados da Bahia e Pernambuco.
Posteriormente, a doença foi identificada em São Paulo, Espírito Santo, Amazonas,
Maranhão, Pará, Ceará, ocorrendo, possivelmente, em todas as áreas produtoras de
mamão (SILVA, 2001).
A gama de hospedeiros deste patógeno é bastante ampla, afetando mais de
uma centena de plantas de varias famílias botânicas (ERWIN; RIBEIRO, 1996). Além
do mamoeiro, alguns exemplos de hospedeiros desse patógeno no Brasil, que
possuem importância econômica são: cacau (Theobroma cacao), citros (Citrus spp.),
16
coqueiro (Cocos nucifera L.), pimenta-do-reino (Piper nigrum L.), seringueira (Hevea
brasiliensis) entre outros (SILVA, 2001).
Plantas de mamoeiro infectadas por P. palmivora apresentam amarelecimento
de folhas, queda prematura de frutos, murcha do topo, tombamento e morte da
planta. O fruto verde é mais resistente, porém pode ser afetado caso a infecção se
dê no caule, próximo ao pedúnculo adjacente. Neste caso, o fruto fica enrugado e
caí no solo. Como a esporulação nos frutos é abundante, daí a denominação vulgar
“barba de papai-noel”, os esporângios ficam no solo. Nos frutos maduros observa-se
uma podridão em que os tecidos ficam consistentes, recobertos por um micélio
aéreo cotonoso (OLIVEIRA et al., 1999). Na temperatura de 25ºC há grande
produção de esporângios, no entanto, em temperaturas acima de 35ºC e abaixo de
15ºC, a formação de esporângios é bastante reduzida (SILVA, 2001). Os zoósporos,
esporos móveis, produzidos na presença de água, também desempenham um papel
importante na disseminação da doença. Outro aspecto importante a ser destacado
são as condições de solo com problemas de drenagem, onde o patógeno ataca as
raízes das plantas com menos de três meses, acima desta idade elas se tornam
mais resistentes. Chuvas e ventos são os fatores mais importantes na epidemiologia
da podridão-dos-frutos. Ataques epidêmicos de P. palmivora nos frutos aumentam
durante o tempo chuvoso. A liberação dos esporângios e dos zoósporos da
superfície dos frutos contaminados ou do solo para a atmosfera requer a ocorrência
de respingos de chuva (HUNTER; KUNIMOTO, 1974). No entanto, pequenos
insetos também respondem por pequena parcela de disseminação das doenças
causadas por Phytophthora spp.
Os danos econômicos desta doença variam de uma região para outra. No
Brasil não há estatística a respeito, mas perdas de frutos da ordem de 7-10% têm
sido relatadas (LIBERATO et al., 1993; SILVA et al., 2001). Na estação chuvosa de
1999, com índice pluviométrico acima de 2000 mm, perdas elevadas foram
observadas em plantios comerciais na Ilha de São Luis, Maranhão, estimando-se
entre 40 e 60% o número de plantas mortas em diversas propriedades (SILVA,
2001).
2.3 Métodos de controle da podridão do pé e dos frutos do mamoeiro
O controle da podridão do pé e dos frutos envolve os métodos cultural,
químico, genético e biológico. Um aspecto importante para o desenvolvimento das
17
doenças causadas por P. palmivora é a capacidade deste patógeno em produzir
grande quantidade de esporângios e de zoósporos, os quais, na presença de água
causam infecções múltiplas. Evitar solos mal drenados para plantio, especialmente
nas regiões de alto índice pluviométrico e incluir um sistema de drenagem são
essenciais para o controle da doença (SILVA, 2001).
Em condições de viveiro, algumas medidas preventivas devem ser tomadas.
O solo deve ser retirado de áreas nunca antes plantadas com mamoeiro e sem
ocorrência de P. palmivora em outros hospedeiros. A instalação do viveiro deve ser
distante de pomares que já tiveram o mamoeiro, com insolação e ventilação
controladas. As regas devem ser controladas evitando o excesso de umidade e
feitas com água obtida de poços profundos para evitar a contaminação com o
patógeno. (SILVA, 2001). Em condições de campo a podridão de raízes em plantas
jovens pode ser controlada evitando-se o plantio em solo mal drenado e em áreas
cultivadas sucessivamente com mamoeiro. Além disso, devem-se erradicar plantas e
frutos doentes e destruí-las com fogo (SILVA, 2001).
Caso não se disponha de solo não cultivado com mamoeiro, para ser utilizado
em viveiro, todo o solo deve sofrer tratamento químico ou físico, sendo a
pasteurização ou solarização as técnicas mais recomendadas (MAY et al.,2002).
Em plantas jovens e em mudas o controle químico é preventivo, e deve ser
feito através de pulverizações com fungicidas à base de cobre ou metalaxil +
mancozeb, para minimizar a incidência do patógeno. Em plantas adultas, se as
lesões forem observadas no inicio da sua formação, faz-se uma pincelagem no
caule com fungicida cúprico (SILVA, 2001).
Segundo Hofmeyer (1938), Storey (1953) e Horovitz (1954), existe uma
grande diversidade de tipos de mamoeiro, com características desejáveis para o
controle genético através de programas de melhoramento. Entretanto, existem
poucas linhagens realmente melhoradas ou consideradas como variedades
definidas em função da propagação de plantas por sementes durante sucessivas
gerações e sem o controle das polinizações. O melhoramento genético do mamoeiro
pode contribuir substancialmente para uma maior produtividade, estando
basicamente voltado para a obtenção de cultivares endógamas.
Estudos estão sendo realizados pela Embrapa Mandioca e Fruticultura
Tropical em Cruz das Almas para explorar a máxima variabilidade genética da
espécie Carica papaya e de outros gêneros e espécies afins e a obtenção de
18
linhagens ou híbridos adaptados às condições edafoclimáticas, tolerantes e/ou
resistentes a vírus, fungos, pragas e que apresentem características agronômicas
desejáveis (EMBRAPA, 2007). Outro tipo de controle potencialmente importante
para a doença é o controle biológico que é definido como a redução do inóculo ou da
atividade deletéria de um patógeno através de um ou mais organismos que não o
homem, porém com a participação ativa deste (COOK & BAKER, 1983). O inóculo
do patógeno em questão inclui suas estruturas vegetativas (esporângios, zoósporos,
clamidósporos, micélio, etc.) e reprodutivas (oósporos), enquanto que a sua
atividade deletéria envolve o seu crescimento, sua capacidade infectiva, virulência,
agressividade e colonização do hospedeiro, dentre outros atributos responsáveis
pelo desenvolvimento da doença. Os organismos empregados em controle biológico,
também chamado de agentes de controle biológicos ou antagonistas, interferem na
sobrevivência ou atividades deletérias dos patógenos e também podem agir de
modo a aumentar a resistência da planta hospedeira (COOK & BAKER, 1983).
O controle biológico destaca-se por ser econômico, ambientalmente seguro e
geralmente de fácil aplicação pelo produtor. Apesar de não existirem estudos em
relação ao controle biológico da podridão do pé e do fruto, fungos do gênero
Trichoderma parecem ser promissores para o combate dessa enfermidade.
Agricultores do sul da Bahia e Espírito Santo têm utilizado empiricamente
agentes de biocontrole, normalmente em formulações de produtos não registrados
pelo MAPA, como tentativa de controlar a podridão do pé do mamoeiro
especialmente em áreas muito suscetíveis a doença tendo, segundo seus relatos,
obtido relativo sucesso ou não. Alguns produtores utilizaram o Tricovab, produto
composto por esporos de Trichoderma stromaticum, produzido pela
CEPLAC/CEPEC, para o controle da vassoura-de-bruxa do cacaueiro, e também,
segundo eles houve diminuição da incidência de Phytophthora em áreas tratadas.
Como o biofungicida ainda não foi registrado, sua produção é controlada, não
podendo atender a demanda dos produtores de mamão para tratar grandes áreas.
A procura por agentes biocontroladores de Phytophthora em mamoeiro acentuou-se
nos últimos anos no Brasil. Dianese et al. (2005) avaliou in vitro a eficiência de
isolados de Trichoderma na inibição de P. palmivora causador da podridão do pé do
mamoeiro. Foram feitas culturas pareadas de 43 isolados de Trichoderma com um
isolado do patógeno. Mediram-se o comprimento e o diâmetro de P. palmivora com
19
7 e 10 dias após o pareamento. Todos os isolados inibiram o patógeno quanto ao
comprimento.
Tatagiba et al. (2005) testou a eficiência do Trichodermil PM no controle da
podridão das raízes e dos frutos causada por P. palmivora em mudas produzidas em
tubetes. O delineamento foi em blocos casualizados com cinco repetições e seis
tratamentos. Avaliou-se a percentagem de mudas com sintomas, aos seis (época 1)
e dez dias (época 2) após a inoculação. Na etapa 1, os tratamentos com
Trichodermil e Aliette diferiram significativamente da testemunha (Duncan, P=0,05),
proporcionando um controle de 78,5% e 73%, respectivamente. Na etapa 2, não
houve diferença significativa entre os tratamentos.
2.4. Trichoderma como agente de biocontrole
Segundo Ramirez et al. (1995) o gênero Trichoderma Persson foi descrito em
1794 para quatro espécies de fungos, e em 1969 foi novamente classificado por
Rifai. De acordo com Melo (1991) as espécies de Trichoderma apresentam
características sobrepostas, o que torna difícil a classificação de isolados. Esse
gênero pertence ao Reino Fungi, Filo Ascomycota, Classe Euascomycetes, Ordem
Hyproceales, Família Hypocreaceae (KRUNGER; BACCHI, 1995). Atualmente
existem 75 espécies de Trichoderma descritas (SAMUELS, 1996).
Trichoderma é tido como um fungo saprófita que apresenta frutificações de
duas naturezas, a forma teleomórfica ou sexuada e frutificações assexuadas ou
clonais, a forma anamórfica. Habitualmente, para cada espécie existe uma forma
anamórfica e uma forma teleomórfica (FIGUEIREDO, 2007).
O gênero Trichoderma é caracterizado por possuir conidióforos hialinos muito
ramificados e não verticilados, fiálides individuais ou em grupo, conídios
unicelulares, hialinos, ovóides e nascidos de pequenos ramos terminais (BARNETT
et al., 1972). Os conidióforos não são bem definidos e os conídios tendem a
acumular-se dentro de massas pulvinadas (SAMUELS, 1996).
Trichoderma spp. é um fungo micoparasita eficaz no controle de inúmeros
fungos fitopatogênicos (MELO, 1998). Sua ação como biocontrolador foi
demonstrada pela primeira vez em 1932, por Weindling, que sugeriu seu uso no
controle de doenças (SPIEGEL e CHET, 1998). Fatores como temperatura,
20
umidade, nutrientes, tipo de solo, microbiota, aeração, pH e teor de matéria orgânica
influenciam na sobrevivência de Trichoderma no solo ou substrato (HOWELL, 2003).
Diferentes espécies de Trichoderma têm capacidade antagonista contra
fungos fitopatógenos como, por exemplo, Trichoderma harzianum contra Rhizoctonia
solani, Fusarium oxyporium fs. dianthii, Sclerotinia sclerotiorum, Colletotrichum
gloesporioides, Sclerotium rolfsii, Rosellinia bunodes, Phytophthora cinnamomi, P.
cactorum; T. virens contra Botrytis cinerea; T. pseudokoningii contra Rosellinia
bunodes; T. viride contra Armillaria mellea; T. hamatum contra Pythium sp. e
Phytophthora sp.; T. parceromosum contra Cryptonectria parasítica (ARENAS, A.V.,
2007). Portanto, como se vê pelos exemplos mencionados, já existe comprovação
da eficiência de algumas espécies de Trichoderma no controle de espécies do
gênero Phytophthora.
A ação de Trichoderma como agente de biocontrole ocorre devido à
associação ou não dos mecanismos de antibiose, micoparasitismo, competição e
indução dos sistemas de defesa da planta (MELO, 1998).
Antibiose é definida como uma interação entre organismos na qual um ou
mais metabólitos produzidos por um organismo têm um efeito danoso sobre o outro
(BETTIOL, 1991). Algumas espécies de Trichoderma produzem metabólitos tóxicos
voláteis e não-voláteis que impedem a colonização através de microorganismos
antagonizados; tais como ácido harzianico, alameticinas, tricholinas, antibióticos, 6-
pentil - pirano, massoilactona, viridinas, gliovirinas, glisopreninas, ácido heptelidico e
outros que já foram descritos.
Micoparasitismo é o fenômeno que consiste em um microorganismo parasitar
o outro. Os micoparasitas atacam hifas e estruturas de reprodução e sobrevivência
dos patógenos de plantas, reduzindo a infecção e o inóculo do patógeno.
Trichoderma spp. podem atuar em biocontrole direto, infectando uma série de
fungos fitopatógenos através da ação de enzimas como quitinases, glucanases e
proteases (HARMAN, 2004). O micoparasitismo realizado por Trichoderma ocorre
sobre vários fungos, inclusive Fusarium oxysporum, com o enrolamento de hifas,
sítios de penetração, invasão de hifas e crescimento intracelular por isolados de
Trichoderma longibrachiatum (MELO, 1991). Já Sivan e Chet (1989) comprovaram
que o isolado T-35 de T. harzianum, embora tenha produzido ß-1, 3- glucanase e
quitinase, micoparasitando Rhizoctonia solani e Pythium aphanidermatum não
apresentou a mesma ação sobre F. oxysporum, sendo que a interferência deve ter
21
ocorrido em função da atuação das proteínas da parede celular do patógeno que
devem ter interferido na ação das enzimas, aumentando sua resistência à lise.
A competição é um processo de interação entre dois ou mais organismos,
comprometidos na mesma ação. A competição entre microrganismos ocorre
principalmente por nutrientes, espaço e oxigênio (BETTIOL, 1991; BAKER,
DICKMAN, 1993) e, mesmo sendo um mecanismo importante, é extremamente difícil
de ser comprovado, o que não ocorre com a antibiose e o micoparasitismo
(HARMAN, 2000). Segundo Harman et al. (2004), Trichoderma sp. compete pelos
exsudatos liberados pelas sementes no processo de germinação que estimulam a
germinação de propágulos de fungos fitopatogênicos. De acordo com Howell (2003),
a competição é uma das principais características de isolados de Trichoderma
usados como agentes de biocontrole, pois somente assim terão capacidade de se
desenvolver na rizosfera. No caso do controle da podridão do pé do mamoeiro, o
agente de biocontrole precisa ser altamente competitivo pra estabelecer-se no solo e
impedir a ação do patógeno.
A indução dos sistemas de defesa da planta é um outro mecanismo utilizado
por agentes de biocontrole, como Trichoderma spp. Esse processo ocorre quando
as plantas expostas a um agente indutor têm seus mecanismos de defesa ativados,
não apenas no sítio de indução como também em outros locais dele distantes, de
forma mais ou menos generalizada (ROMEIRO, 1999).
O gênero Trichoderma spp., já foi reportado como agente de controle
biológico de doenças em várias culturas, como por exemplo: citros, cacau, maça,
mamão, dentre outros.
Amorim e Itamar (1999) testaram à ação conjunta de isolados de T.
harzianum e T. koningii e de uma suspensão de rizobactérias contendo
Pseudomonas putida, P. fluorescens e Bacillus subtilis em raízes de mudas de
Citrus sp, que foram transplantadas para substratos pré-infestados com P. parasítica
e P. citrophthora. O tratamento controlou os dois patógenos.
Estudos na cultura da maça, tiveram resultados positivos com a aplicação de
Trichoderma sp. para o controle de Phytophthora cactorum. Plantas jovens foram
inoculadas com Trichoderma sp., resultando em uma redução significativa da morte
das árvores (VALDEBENITO-SANHUEZA,1987).
Hanada et al. (2006) realizaram diversos estudos com Trichoderma viride
para controlar a podridão-parda dos frutos causada por P. palmivora em cacaueiro.
22
Dentre os estudos, um isolado identificado como T. viride, selecionado como agente
biocontrolador foi cultivado em diferentes fontes de carbono visando à indução das
duas principais enzimas glucanase e celulase envolvidas no processo de
micoparasitismo. A produção dessas enzimas por T. viride foi avaliada em meio
mínimo suplementado com glicose, quitina coloidal, carboximetilcelulose e micélio de
P. palmivora. O fungo foi cultivado por oito dias sobre agitação a 25ºC. O menor
crescimento micelial do antagonista foi obtido no meio contendo quitina coloidal. A
atividade de glucanase foi detectada em todos os meios de cultura, enquanto que a
celulase foi produzida somente em meios suplementados com carboximetilcelulose e
micélio de P. palmivora.
23
3. METODOLOGIA
3.1. Obtenção, manutenção e multiplicação dos isolados de Trichoderma spp.
Diversos organismos endofíticos foram coletados em áreas cultivadas com
cacaueiro no Centro de Pesquisas do Cacau - CEPEC, durante os meses de agosto
a novembro de 2005. Das 525 amostras obtidas, foram encontrados 110 isolados de
Trichoderma sp., identificados pelo Dr. Jorge Teodoro de Souza. Dentre estes
isolados de Trichoderma, foram selecionados 14 para serem utilizados neste
trabalho. Incluíram-se também 4 isolados da coleção de fungos antagônicos da
Unidade de Biocontrole do CEPEC (Tabela 1). Todos os isolados foram preservados
em discos de papel filtro (DHINGRA & SINCLAIR, 1994). Os isolados foram
rotineiramente cultivados em meio BDA (batata – dextrose – ágar) ou BDA 1/5.
3.2. Preparo do inóculo de Trichoderma spp.
Esporos dos isolados de Trichoderma utilizados (Tabela 1) foram produzidos
em placas de Petri contendo (BDA) incubados em BOD a uma temperatura de 25ºC
por 10 dias. As suspensões obtidas de cada isolado foram padronizadas para a
concentração 1x10
7
esporos/ml (Figura 1 a-d).
A
B
24
Figura 1: Adição de 8mL de água destilada em placas com isolado de
Trichoderma spp (a, b), raspagem dos esporos (c), filtragem dos esporos (d).
3.3. Seleção de isolados de P. palmivora para as inoculações
Quinze isolados de Phytophthora palmivora da Coleção Arnaldo Medeiros do
Laboratório de Phytophthora do CEPEC/CEPLAC (Tabela 2) foram testados. Os
isolados foram repicados para placas de Petri de 9 cm de diâmetro contendo o meio
seletivo PARPH (KANNWISCHER e MITCHELL, 1978), e em seguida foram
mantidas sobre a bancada do laboratório em condições de escuro a uma
temperatura de aproximadamente 25ºC por cinco dias. Posteriormente discos com 9
mm de diâmetro das culturas em meio seletivo foram transferidos para placas de
Petri com meio de CA e armazenados em câmara incubadora (BOD) sob luz
contínua a uma temperatura de 25ºC durante dez dias, para avaliação do
crescimento micelial e produção de zoósporos. Para a realização dos demais
experimentos, os isolados de Phytophthora utilizados foram mantidos nestas
mesmas condições.
C D
25
Tabela 1-Isolados de Trichoderma spp. utilizados neste estudo
Isolado Espécie Origem Local e ano de coleta
Tc25 Trichoderma longibrachiatum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
Tc26 Trichoderma koningiopsis Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
Tc35 Trichoderma harzianum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
Tc40 Trichoderma sp. Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
Tc54 Trichoderma harzianum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
291 Trichoderma asperellum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
312 Trichoderma asperellum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
316 Trichoderma asperellum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
905 Trichoderma viride Solo Uruçuca - BA/1991
2995 Trichoderma stromaticum Fruto Jaguariúna-SP/2001
ES5 Trichoderma sp. Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
ES6 Trichoderma sp. Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
ET2 Trichoderma asperellum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
SF04 Trichoderma asperellum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
T801 Trichoderma brevicompactum Tronco/cacau CEPEC, Ilhéus - BA/2005.
T.atro Trichoderma atroviride Vassoureiro Uruçuca - BA/1997
T.harz Trichoderma harzianum Casqueiro CEPEC, Ilhéus - BA/1991.
7CC Trichoderma atroviride Solo Mucugê - BA/2005
3.4. Crescimento micelial e produção de zoósporos por isolados de P.
palmivora de mamoeiro
Para avaliação do crescimento micelial os quinze isolados de P. palmivora
foram repicados em placa contendo meio CA utilizando para cada isolado quatro
placas de Petri, armazenadas em câmara incubadora (BOD) sob luz contínua a uma
temperatura de 25ºC durante dez dias.
26
Tabela 2 – Isolados de Phytophthora palmivora da coleção de Phytophthora
Arnaldo Medeiros utilizados neste estudo.
Isolado
Nº
Órgão infectado Local e ano da coleta
245 Fruto 1997
250 Fruto Faz. Deus Dará, Eunápolis - BA/1999
251 Fruto Faz. Deus Dará, Eunápolis - BA/1999.
355 Raiz Faz. Mucuri, Mucuri - BA/2003.
356 Raiz Faz. Mucuri, Mucuri - BA/2003.
357 Raiz Faz. Mucuri, Mucuri - BA/2003.
358 Plântulas Faz. Mucuri, Mucuri - BA/2003.
359 Frutos Faz. Mucuri, Mucuri - BA/2003.
360 Raiz Faz. Lembrança, Itabela – BA/2003.
361 Raiz Faz. Guairá, Itamarajú – BA/2003.
363 Raiz Faz. Guairá, Itamarajú – BA/2003.
364 Solo Faz. Guairá, Itamarajú – BA/2003.
365 Plantas jovens Faz. Lembrança, Itabela – BA/2003.
839 Frutos Roraima – RO/ 2005
847 Frutos Linhares – ES/2005
As avaliações foram realizadas 24, 48, 72 e 96 horas após a repicagem,
medindo-se o diâmetro das colônias (comprimento e largura).
Para avaliação da concentração de zoósporos/ml foram utilizadas oito placas
de Petri para cada isolado, após 10 dias de crescimento nas condições
mencionadas. A cada placa, adicionou-se 8mL de água destilada esterilizada
gelada, em seguida, as placas foram acondicionadas em geladeira (+5ºC) por 20
minutos. Após esse período, retiraram-se as placas da geladeira deixando-as por 25
minutos na bancada em temperatura ambiente para liberação dos zoósporos.
Verteu-se a seguir o líquido das placas de cada isolado em um Becker e determinou-
se por meio de um hemacitômetro a concentração da suspensão de zoósporos,
após adicionar a cada amostra 2 gotas de solução fixadora FAA (formol, álcool e
ácido acético).
27
As suspensões foram armazenadas na geladeira para que os zoósporos não
encistassem e germinassem, enquanto procedia-se a quantificação no
hemacitômetro (Figura 2 a-f). Foram selecionados para os testes subseqüentes os
isolados com maior maturação de esporângios.
Figura 2: Placas de P. palmivora (a), adição de 8mL de água destilada.
(b e c), armazenamento em geladeira por 20 min (d), bancada por
25 min (e), liberação dos zoósporos (f).
A B
C
D
E
F
28
3.5. Preparo do inóculo de Phytophthora palmivora
Para os experimentos de inoculação em frutos: o isolado de P. palmivora 356
foi repicado para placas de Petri de 9 cm de diâmetro contendo meio CA e, em
seguida, as placas foram incubadas em câmara de crescimento (BOD) com
temperatura de 25
0
C e luz constante durante dez dias.
Para os experimentos de inoculação em mudas, zoósporos do isolado 356
foram produzidos como descrito anteriormente e a concentração ajustada para
5x10
5
zoósporos/ml.
3.6. Seleção de isolados de Phytophthora palmivora e da concentração de
inóculo
Os isolados (356, 358 e 360) selecionados, foram utilizados em um teste
preliminar para seleção da concentração de inóculo a ser utilizada nos experimentos
com mudas de mamoeiro. As concentrações de inóculo testadas foram 5x10
5
, 1x10
5
,
5x10
4
e 1x10
4
zoósporos/ml. Foram utilizadas mudas com 60 dias de idade, sendo 5
o número de mudas por tratamento. O experimento foi conduzido em delineamento
fatorial com duas variedades, 3 isolados e 4 concentrações de inóculo. Este ensaio
foi repetido 2 vezes.
3.7 Avaliação do efeito dos isolados de Trichoderma spp. sobre o crescimento
micelial de P. palmivora
Cada um dos 18 isolados de Trichoderma spp. (Tabela 1), foram repicados
para placas contendo BDA e o isolado de 356 de P. palmivora para CA. Após 5 dias
de crescimento das colônias a temperatura ambiente do laboratório (25 ± 1ºC),
discos de 0,5 cm de diâmetro das colônias de P. palmivora foram colocados em um
dos lados de placas de Petri contendo meio de cultura CA. Quarenta e oito horas
após, no lado oposto de cada placa foi colocado o disco de cultura, de igual
diâmetro, de cada um dos antagonistas. Para cada pareamento (P. palmivora x
antagonista) foram feitas 4 repetições e igual número de placas para o crescimento
do isolado do patógeno usado como testemunha e de cada um dos isolados de
29
Trichoderma spp, também com a mesma finalidade. As placas foram colocadas em
câmara de crescimento BOD a 25ºC com fotoperíodo de 12h. O raio das colônias de
Phytophthora do centro do disco para a extremidade da margem do lado ao qual foi
colocado o antagonista foi medido antes de parear com os isolados de Trichoderma.
Setenta e duas horas após o pareamento, aferiram-se o raio das colônias de
Phytophthora (Figura 3 a-d). Os dados foram submetidos à análise de variância e o
raio médio das colônias de cada tratamento comparado ao da testemunha (P.
palmivora), pelo teste Dunnett 5%. As médias de todos os tratamentos foram
comparadas entre si, pelo teste Tukey 5%, utilizando-se o procedimento GLM, do
programa computacional estatístico SAS.
Figura 3: Pareamento do isolado 356 de P. palmivora com os isolados de
Trichoderma: 312 (a), 7CC (b), 2995 (c) e SF04 (d);
3.8. Inoculação em frutos
A B
C D
30
3.8.1 Inoculação de Trichoderma spp. em frutos
Usaram-se frutos da variedade Golden, provenientes da região de
Eunápolis/Bahia. Os frutos escolhidos estavam verdoengos, os quais foram lavados
com sabão de coco, desinfetados em hipoclorito de sódio a 1%, lavados novamente
e, em seguida, enxutos com papel toalha. Os frutos designados para serem tratados
com cada um dos isolados de Trichoderma foram submersos por 5 minutos em
bacias contendo as suspensões dos respectivos isolados, todos na concentração de
1x10
7
esporos/ml. Após os 5 minutos, estes frutos foram retirados das respectivas
suspensões e foram colocados em câmaras úmidas, confeccionadas com sacos
plásticos transparentes, vedados na extremidade, e contendo no interior um
chumaço de algodão umedecido com água destilada e esterilizada (Figura 4 a-f).
A
D
C
B
31
Figura 4: Lavagem dos frutos (a), desinfestação em hipoclorito de sódio por
2 min (b), imersão dos frutos no inóculo (c), retirada do inóculo (d), câmara
úmida (e, f)
3.8.2 Inoculação de P. palmivora em frutos
A inoculação do isolado 356 de P. palmivora foi realizada 24 horas após a
inoculação de Trichoderma, através da deposição de um disco de micélio em 2
pontos eqüidistantes de cada fruto. Após a inoculação, os frutos retornaram à
câmara úmida por mais 72 horas, quando se avaliou a área das lesões (Figura 5 a-
d). Após o período de 4 dias foram avaliadas as testemunhas, medindo-se nos frutos
inoculados com Phytophthora, o comprimento e a largura das lesões e calculou-se a
área da elipse, com a seguinte fórmula:
A= π x b x a
2 2
Onde: b= eixo maior;
a = eixo menor
F
E
B A
32
Figura 5: Discos de cultura com 5 dias (a), deposição de disco de micélio (b),
câmara úmida (c), avaliação após 72 horas (d).
3.8.3 Avaliação, número de isolados utilizados por ensaio e análise dos dados
Foram realizados em condições de laboratório do CEPEC, 6 experimentos
conduzidos em delineamento inteiramente casualizados com 5 repetições.
3.8.3.1 Experimento 1
No primeiro ensaio foram utilizados 6 isolados de Trichoderma (25, 26, 905,
ET2, SF04, Tatro), totalizando 14 tratamentos, distribuídos da seguinte forma: 6
tratamentos constituídos de frutos de mamão tratados com esporos de cada um dos
6 isolados de Trichoderma e inoculados com Phytophthora; 6 tratamentos com frutos
tratados apenas com Trichoderma; 1 tratamento controle com frutos inoculados com
Phytophthora e a testemunha absoluta que recebeu discos com meio de cenoura.
Este experimento foi repetido duas vezes em épocas diferentes.
3.8.3.2 Experimento 2
No segundo experimento foram utilizados 8 isolados de Trichoderma (35, 40,
54, 291, 312, 316, 801, 2995), totalizando 18 tratamentos, distribuídos da seguinte
forma: 8 tratamentos constituídos de frutos de mamão tratados com cada um dos 8
isolados de Trichoderma e inoculados com Phytophthora; 8 tratamentos com frutos
tratados apenas com Trichoderma; 1 tratamento controle com frutos inoculados com
C D
33
Phytophthora e a testemunha absoluta que recebeu discos com meio de cenoura.
Este experimento foi repetido duas vezes em épocas diferentes.
3.8.3.3 Experimento 3
No terceiro experimento foram utilizados 18 isolados de Trichoderma (25, 26,
35, 40, 54, 291, 312, 316, 801, 905, 2995, ET2, ES5, Es6, SF04, T.atro, T.harz e
7CC), incluindo os seis do primeiro do experimento, os oito do segundo experimento
e mais os isolados (905, 2995, T.atro e T.harz) da Unidade de Biocontrole do
CEPEC, totalizando 38 tratamentos, distribuídos de forma similar aos dois
experimentos anteriores. Este último experimento foi também repetido 2 vezes,
porém foram utilizados 10 frutos por tratamento, em cada repetição.
Os dados experimentais foram submetidos à análise de variância sendo os
efeitos dos tratamentos e interações avaliados pelo teste F, a 5%, enquanto que as
médias dos tratamentos foram comparadas entre si pelo teste de Tukey, ao nível de
5% de probabilidade. O teste de Dunnett foi utilizado para comparar a testemunha
com os demais tratamentos.
Na análise de variância utilizou-se o procedimento GLM do programa
computacional estatístico SAS considerando-se um modelo fixo para todas as fontes
de variação. Quando da interação significativa para comparação de médias
ajustadas duas a duas utilizou-se o teste de Tukey com o procedimento lsmeans e
as opções slice, adjust = tukey e pdiff = all.
Para os dois primeiros experimentos não houve interação entre ensaios
sendo, portanto analisados como um único ensaio com 10 repetições.
3.9. Inoculação em mudas de mamoeiro
3.9.1. Preparo das mudas
Tubetes com volume de 288 cm
3
foram preenchidos com uma mistura de solo
autoclavado duas vezes por duas horas em dois dias consecutivos e Plantimax na
proporção 1:1 (v/v). Três sementes de cada uma das variedades (Sunrise ou
Golden) foram semeadas a 1 cm de profundidade e após a germinação foi realizado
34
o desbaste, permanecendo apenas uma muda por tubete. As mudas foram mantidas
na casa-de-vegetação da Seção de Fitopatologia do Centro de Pesquisa do Cacau e
irrigadas duas vezes por dia.
3.9.2. Infestação com Trichoderma spp.
Mudas com 60 dias de idade foram utilizadas em todos os experimentos. Para
infestação do substrato com Trichoderma utilizaram-se 20 mudas de cada uma das
variedades de mamoeiro (Golden e Sunrise), para cada tratamento (isolado de
Trichoderma). A cada tubete contendo muda foram adicionados ao substrato 5 ml do
inóculo de cada um dos isolados de Trichoderma spp. na concentração de 1x10
7
esporos/mL (Figura 6 a-b). As mudas tratadas foram mantidas na casa-de-
vegetação, como descrito acima.
Figura 6: Mudas com 60 dias de idade (a), infestação do substrato com o
inóculo de cada um dos isolados de Trichoderma spp. (b)
3.9.3. Inoculação das mudas com Phytophthora palmivora
Dez plantas de cada um dos tratamentos que já haviam recebido inóculo de
Trichoderma spp. foram inoculadas 8 dias após com o isolado 356 de P. palmivora
Os tubetes com as mudas foram colocados em bacias contendo água corrente
suficiente para que fosse atingida a saturação do substrato. Quando um filme de
água formou-se sob a superfície do mesmo, procedeu-se a deposição de 1 ml da
suspensão de zoósporos de P. palmivora nas concentrações de 5x10
5
e 1x10
5
zoósporos/ml, sobre a superfície do substrato, sem atingir a plântula (Figura 7 a-c).
A
B
35
Os tubetes permaneceram nas condições de saturação durante 1 hora e após, esse
período, foram retirados lentamente da água e colocados novamente na casa-de-
vegetação, onde só receberam irrigação após 36 horas da inoculação.
Figura 7: Mudas de mamão em bacia com água corrente (a), mudas atingindo
ponto de saturação do substrato (b), deposição de 1mL da suspensão de zoósporos
de P. palmivora (c)
3.9.4. Avaliação, número de tratamentos por experimento e análise dos dados
Foram conduzidos em casa-de-vegetação, 3 experimentos com mudas, no
delineamento inteiramente casualizado e com 10 repetições.
3.9.4.1 Experimento 1
No primeiro experimento foram utilizados 7 isolados de Trichoderma (35, 40,
54, 291, 312, 316, 801) e duas variedades Sunrise e Golden, totalizando 17
tratamentos, distribuídos da seguinte forma: 7 tratamentos constituídos de mudas de
mamoeiro tratados com cada um dos 7 isolados de Trichoderma e inoculadas com
Phytophthora; 7 tratamentos com mudas tratadas apenas com Trichoderma, 1
tratamento controle com mudas inoculadas apenas com Phytophthora; e os dois
últimos tratamentos representando as testemunhas sem inoculação, porém em um
desses tratamentos as mudas foram imersas até a saturação do solo permanecendo
nessas condições por 1 hora, como as plantas dos demais tratamentos inoculadas
com Phytophthora.
A B C
36
3.9.4.2 Experimento 2
No segundo experimento foram utilizados 14 isolados de Trichoderma (25,
26, 35, 40, 54, 291, 312, 316, 801, 905, 2995, ET2, T.atro e SF04) inoculados
apenas na variedade Golden, totalizando 31 tratamentos, distribuídos da seguinte
forma: 14 tratamentos constituídos de mudas de mamoeiro tratados com cada um
dos 14 isolados de Trichoderma e inoculadas com Phytophthora; 14 tratamentos
com mudas tratadas apenas com Trichoderma, 1 tratamento controle com mudas
inoculadas apenas com Phytophthora; e os dois últimos tratamentos representando
as testemunhas sem inoculação em um dos quais as mudas foram imersas até a
saturação do solo permanecendo nessas condições por 1 hora como as plantas dos
demais tratamentos inoculadas com Phytophthora a uma concentração de 5x10
5
zoósporos/ml.
3.9.4.3 Experimento 3
No terceiro experimento, realizado apenas com a variedade Golden e
concentração de inóculo de Phytophthora 1x10
5
zoósporos/ml, foram utilizados 18
isolados de Trichoderma (Tabela 1), totalizando 39 tratamentos, distribuídos da
seguinte forma: 18 tratamentos constituídos de mudas de mamoeiro tratados com
cada um dos 18 isolados de Trichoderma e inoculadas com Phytophthora; 18
tratamentos com mudas tratadas apenas com Trichoderma, 1 tratamento controle
com mudas inoculadas apenas com Phytophthora; e os dois últimos tratamentos
representando as testemunhas sem inoculação em um dos quais as mudas foram
imersas até a saturação do solo permanecendo nessas condições por 1 hora como
as plantas dos demais tratamentos inoculadas com Phytophthora.
Após a inoculação com Phytophthora as plantas de todos os experimentos
foram vistoriadas a cada 2 dias para o aparecimento dos sintomas e, à medida que
iam morrendo, eram retiradas lavadas as raízes seccionadas e plaqueadas em
PARPH para isolamento e confirmação da presença do patógeno. As plantas dos
tratamentos que só receberam Trichoderma e as testemunhas correspondentes
foram removidas 60 dias após a infestação do solo com Trichoderma e avaliadas a
altura das plantas, o peso verde das raízes e o peso verde da parte aérea.
37
Os dados experimentais foram submetidos à análise de variância sendo os
efeitos dos tratamentos e interações avaliados pelo teste F, a 5%, enquanto que as
médias dos tratamentos foram comparadas entre si pelo teste de Tukey, ao nível de
5% de probabilidade. O teste de Dunnett foi utilizado para comparar a testemunha
com os demais tratamentos.
Na análise de variância utilizou-se o procedimento GLM do programa
computacional estatístico SAS considerando-se um modelo fixo para todas as fontes
de variação. Quando da interação significativa para comparação de médias
ajustadas duas a duas utilizou-se o teste de Tukey com o procedimento lsmeans e
as opções slice, adjust=tukey e pdiff=all.
38
4. RESULTADOS
4.1 Crescimento micelial e produção de zoósporos de isolados de P. palmivora
de mamoeiro
Os diâmetros médios das colônias dos isolados crescidos em CA por 4 dias a
25ºC sob luz constante variaram de 21,6 a 63,6cm (Tabela 3). De um modo geral, as
colônias dos isolados 839, 363, 361, 358, 357, 359 e 356, que não diferiram entre si,
de acordo com o teste de Tukey (P>0,05) apresentaram um crescimento mais
rápido. Enquanto os isolados 360, 251, 365, 245 e 355 apresentaram os menores
diâmetros médios de colônias diferindo do grupo anterior de acordo com o teste de
Tukey.
Os isolados 839, 363, 250, 251, 245 e 355 não liberaram zoósporos sob as
condições de cultivo utilizadas neste estudo. As concentrações de inóculo dos 8
isolados que liberaram zoósporos variaram de 6,05x10
5
zoósporos/ml a 42,3x10
5
zoósporos/ml. Os isolados 358 e 356 apresentaram as maiores concentrações de
zoósporos obtidas entre os isolados testados e um crescimento micelial rápido. Por
este motivo o isolado 356 foi escolhido para as inoculações de mudas (Tabela 4).
4.2. Efeito in vitro dos isolados de Trichoderma spp. sobre o crescimento
micelial de P. palmivora
De acordo com o teste Dunnett (P>0,05) apenas os isolados 316 e 801 não
causaram inibição significativa no crescimento de P. palmivora, pois, não diferiram
da testemunha. Pelo teste Tukey, no mesmo nível de significância, os isolados 316,
801, T.harz e TC40 não tiveram efeito inibidor significativo em relação à testemunha
(Tabela 4). Os percentuais de inibição para os 16 isolados que tiveram efeito
significativo de acordo com o Teste de Dunnett variaram de 28,57% (isolado T.harz)
a 52,04% (isolado 7CC).
39
Tabela 3 - Diâmetros médios das colônias e concentrações de zoósporos de 14
isolados de P. palmivora obtidos 4 e 10 dias, respectivamente, após
a repicagem em cenoura-ágar.
Isolados de
P. palmivora
Diâmetro das colônias
(cm)
Concentração de
zoósporos
839 63,6 a _*
363 59,5 ab _
361 57,5 abc 1,45 x 10
6
/ml
358 55,1 abc 4,23 x 10
6
/ml
357 54,4 abc 1,82 x 10
6
/ml
359 53,2 abc 2,48 x 10
6
/ml
356 51,2 abcd 3,20 x 10
6
/ml
847 48,4 bcd 6,05 x 10
5
/ml
250 44,8 cde _
360 37,4 def 2,77 x 10
6
/ml
251 33,7 efg _
365 28,7 fg 1,24 x 10
6
/ml
245 28,0 fg _
355 21,6 g _
* Não liberaram zoósporos.
Médias seguidas da mesma letra, nas colunas, não diferem entre si pelo teste de Tukey a
5%.
4.3. Escolha da concentração adequada de inóculo de Phytophthora
As plantas inoculadas com 3 isolados de P. palmivora começaram a
apresentar sintomas de amarelecimento e murcha 4 dias após a inoculação e morte
por volta de 10 dias da inoculação. As testemunhas das duas variedades
continuaram a desenvolver-se normalmente. Após o plaqueamento em meio seletivo
P. palmivora foi isolada de todas as plantas com sintomas.
Duas semanas após,
40
com mudas da mesma idade, o experimento foi repetido e os resultados foram
similares, ocorrendo à morte de todas as plantas inoculadas independente da
variedade, isolado ou concentração de inóculo.
TABELA 4 - Efeito in vitro dos isolados de Trichoderma spp. sobre o crescimento de
culturas de P. palmivora (raio das colônias em cm) in vitro, medido 72 horas após o
pareamento.
Isolado Espécie Raio das colônias de
Phytophthora
Percentual de
inibição do
crescimento de
Phytophthora
316 T. asperellum 2,00ab 18,37
801 T.brevicompactum 1,95ab 20,40
T.harz T. harzianum 1,75ab
***
28,57
Tc40 Trichoderma sp. 1,65ab
***
32,65
ES6 Trichoderma sp. 1,55b
***
36,73
312 T. asperellum 1,55b
***
36,27
2995 T. stromaticum 1,53b
***
37,76
Tc 26 T. koningiopsis 1,53b
***
37,76
291 T. asperellum 1,50b
***
38,78
905 T. viride 1,48b
***
39,80
Tc 35 T. harzianum 1,45b
***
40,82
Tc 25 T. longibrachiatum 1,45b
***
40,82
ES5 Trichoderma sp. 1,43b
***
41,84
T.atro T. atroviride 1,43b
***
41,84
Tc 54 T. harzianum 1,43b
***
41,84
SF04 T. asperellum 1,43b
***
41,84
ET2 T. asperellum 1,43b
***
41,84
7CC T. atroviride 1,18b
***
52,04
Testemunha 2,45 a
Médias seguidas da mesma letra, nas colunas, não diferem entre si pelo teste de Tukey a
5%.
*** Teste de Dunnett a 5%
Como as duas variedades mostraram-se igualmente suscetíveis e com a
dificuldade maior em obter-se sementes de Sunrise, os experimentos posteriores
foram realizados apenas com a variedade Golden, a exceção de dois experimentos
testando a ação de isolados de Trichoderma spp. em plântulas de mamoeiro
inoculadas com Phytophthora.
Atribuiu-se a mortalidade total das plântulas inoculadas à sua fragilidade, pois,
a semeadura, germinação e cultivo foram em condições de casa-de-vegetação, com
redução da luminosidade em relação ao cultivo em pleno sol. Assim, todas as
plântulas apresentaram-se com os caules bem finos e poucas folhas. Tentou-se
41
então, melhorar as condições de cultivo para torná-las mais próximo da realidade
dos viveiros aumentando a luminosidade e diminuindo o período de molhamento dos
tubetes para 1 vez nos dias de sol. A rega foi suspensa nos dias chuvosos.
Infelizmente as plântulas preparadas sob as novas condições foram vítimas do
ataque de um outro patógeno (Corynespora cassiicola), antes da inoculação de P.
palmivora e o experimento para determinação da melhor concentração não pode ser
repetido.
No entanto, o isolado 356, por haver apresentado consistentemente boa
produção de zoósporos foi escolhido para ser usado nos demais testes deste
trabalho.
4.4. Efeito de isolados de Trichoderma na infecção causada por Phytophthora
palmivora em frutos de mamoeiro
4.4.1 Experimento 1
O valor de F na Anova não foi significativo para isolados neste experimento
(Tabela 5). Como o F do efeito de ensaio também não foi significativo, as médias
dos dois ensaios foram somadas, usando-se 10 repetições por tratamento. O
coeficiente de variação deste experimento foi de 70,37, considerando alto para um
experimento de laboratório, devendo ter interferido para isso, a desuniformidade no
tamanho dos frutos utilizados, embora se houvesse tentado padronizar a distribuição
dos mesmos pelos tratamentos.
Tabela 5 – Efeito de seis isolados de Trichoderma spp. no desenvolvimento de
lesões causadas por P. palmivora em frutos de mamoeiro inoculados
Isolados Espécie Área da
lesão
a
(cm
2
)
Percentual de
b
desenvolvimento da
lesão em relação a
testemunha
Percentual de
controle da
doença
Tatro T. atroviride 20,16 102,02 0,00
ET2 T. asperellum 18,35 92,86 7,14
SF04 T. asperellum 16,40 83,00 17,00
Tc 26 T. koningiopsis 16,27 82,34 17,66
905 T. viride 15,67 79,30 20,70
Tc 25 T. longibrachiatum
15,36 77,73 22,27
Controle 19,76
a
Área da lesão produzida por Phytophthora palmivora em frutos inoculados de mamão sob a ação
antagônica de diferentes isolados de Trichoderma spp.
b
Percentual de desenvolvimento da lesão de P. palmivora sob a ação antagônica de diferentes
isolados de Trichoderma spp. em relação a testemunha inoculada com P. palmivora
42
4.4.2 Experimento 2
Houve desenvolvimento de lesões nos frutos de todos os tratamentos
inoculados com P. palmivora (Figura 8 a-c). Os frutos tratados com Trichoderma spp.
e não inoculados com P. palmivora bem como o controle absoluto (sem
Trichoderma) e os sem Phytophthora não apresentaram qualquer lesão.
O valor de F na Anova para a fonte de variação isolados foi significativo
(P<0,05) e o valor de F para ensaios não foi significativo. Deste modo os resultados
apresentados na Tabela 6 são da média dos 2 ensaios, o coeficiente de variação do
experimento foi de 35,23.
Entre os oito isolados de Trichoderma testados, nestes experimentos apenas
o isolado 2995, reduziu significativamente a área das lesões provocadas por
Phytophthora quando comparada ao controle (frutos inoculados com Phytophthora)
tanto pelo teste de Dunnett, quanto pelo teste de Tukey, ambos a 5% de
probabilidade (Tabela 6). As áreas das lesões variaram de 12,8 (isolado 2995) a
27,1 cm
2
(isolado Tc 40). Os percentuais de redução das áreas das lesões dos
isolados nos frutos tratados com os diferentes isolados de Trichoderma variaram de
59,37 (isolado 2995) a 97,40% (isolado 312), enquanto que os isolados Tc 40 e 316,
aumentaram o tamanho das lesões, apesar de não diferirem da testemunha.
Consequentemente, os percentuais de controle da doença pelos isolados variaram
de 2,60 (isolado 312) a 40,63% (isolado 2995), sendo este último o único valor
estatisticamente significativo. Este experimento foi realizado duas vezes.
43
Tabela 6 – Efeito de oito isolados de Trichoderma spp. no desenvolvimento de
lesões causadas por P. palmivora em frutos de mamoeiro.
Isolados Espécie Área da lesão
a
(cm
2
)
Percentual de
b
desenvolvimento da
lesão em relação à
testemunha
Percentual de
controle da
doença
Tc 40 Trichoderma sp. 27,05 a 125,75 0,00
316 T. asperellum 25,21 ab 117,20 0,00
312 T. asperellum 20,95 abc 97,40 2,60
Tc 35 T. harzianum 19,75 abc 91,82 8,18
291 T. asperellum 19,36 abc 90,00 10,00
Tc 54 T. harzianum 18,06 abc 83,96 16,04
801 T. brevicompactum 16,67 bc 77,50 22,50
2995 T. stromaticum 12,77 c 59,37 40,63
Controle 21,51 ab
a
Área da lesão produzida por Phytophthora palmivora em frutos inoculados de mamão sob a ação
antagônica de diferentes isolados de Trichoderma spp.
b
Percentual de desenvolvimento da lesão de P. palmivora sob a ação antagônica de diferentes
isolados de Trichoderma spp. em relação à testemunha inoculada com P. palmivora.
c
Médias seguidas das mesmas letras não diferiram entre si pelo Teste de Tukey a 5%.
*** Teste de Dunnett a 5%
44
Figura 8: Fruto de mamão sadio (a); fruto infectado por P. palmivora (b); fruto infectado por P. palmivora e tratado com o isolado 2995 (Trichoderma
stromaticum) (c).
A B C
45
4.4.3 Experimento 3
Quando o efeito de 18 isolados de Trichoderma foi avaliado, o valor F na
Anova foi significativo (P<0,05) e o coeficiente de variação do experimento foi de
39.90, observou-se que pelo teste de Dunnett, os isolados 2995 e SF04 reduziram
significativamente o tamanho das lesões de P. palmivora em frutos de mamoeiro em
relação à área de lesão apresentada pelo tratamento controle (inoculação com P.
palmivora apenas). No entanto, o uso do teste de Tukey não diferenciou as médias
de nenhum dos tratamentos (Tabela 7). A variação de área de lesão entre os
tratamentos foi de 11,7 (isolado SF04) a 26,6 (isolado Tc 25). O percentual de
controle (redução de doença dos isolados em relação à testemunha) variou de 3,83
(isolado Tc 25) a 57,7% (isolado SF04).
Nos três experimentos relatados neste estudo os frutos tratados apenas com
Trichoderma não apresentaram lesões. Os frutos da testemunha absoluta (inoculado
com disco de cenoura-ágar) também não apresentaram lesões.
4.5 Testes com isolados de Trichoderma para controle da infecção em mudas
de mamoeiro inoculados com P. palmivora
As mudas do tratamento testemunha (inoculação com Phytophthora) de todos
os 3 experimentos realizados tanto da variedade Golden como da variedade
Sunrise, morreram no espaço entre uma semana e no máximo 20 dias da
inoculação, inviabilizando a pesagem do sistema radicular e da parte aérea e a
aferição da altura das plantas. Estas plantas, de um modo geral, apresentaram
amarelecimento e murcha ou tombamento (Figura 9 a-d). Ao serem removidas, o
sistema radicular apresentava escurecimento em algumas áreas, apodrecimento, e,
na região do coleto, podridão aquosa, sendo esta a causa da murcha e tombamento
das mesmas (Figura 10 a-d).
Quanto às mudas inoculadas com Phytophthora nos diferentes tratamentos
em que o solo foi infestado 8 dias antes com os isolados de Trichoderma, a
porcentagem de plantas mortas da variedade Golden variou entre os tratamentos de
50% (isolado T.atro, experimento 3) a 100% para vários isolados (Tabela 8). Como
já não haviam plantas testemunhas (inoculadas só com Phytophthora), e, as plantas
sobreviventes nos tratamentos fossem poucas, não foi feita a aferição da
46
Tabela 7 - Efeito de dezoito isolados de Trichoderma spp. no desenvolvimento de
lesões causadas por P. palmivora em frutos de mamoeiro.
Isolados Espécie Área da
lesão
a
(cm
2
)
Percentual de
b
desenvolvimento
da lesão em
relação à
testemunha
Percentual de
controle da
doença
Tc 25 T. longibrachiatum 26,64 96,17 3,83
7CC T. atroviride 25,02 90,32 9,68
316 T. asperellum 24,50 88,45 11,55
Tc 40 Trichoderma sp. 24,12 87,08 12,92
Tc 26 T. koningiopsis 21,38 77,18 22,82
Tc 35 T. harzianum 20,22 73,00 27,00
T atro T. atroviride 19,94 71,99 28,01
ES5 Trichoderma sp. 19,62 70,83 29,17
312 T. asperellum 19,28 69,60 30,40
905 T. viride 18,92 68,30 31,70
ET2 T. asperellum 17,72 63,97 36,03
Tc 54 T. harzianum 15,12 54,58 45,42
Tharz T. harzianum 15,00 54,15 45,85
801 T. brevicompactum 14,78 53,35 46,65
291 T. asperellum 14,76 53,29 46,71
ES6 Trichoderma sp. 14,74 53,21 46,79
2995 T. stromaticum 11,80 42,60 57,40
SF04 T. asperellum 11,72 42,30 57,70
Controle 27,70
a
Área da lesão produzida por Phytophthora palmivora em frutos de mamão inoculados com
diferentes isolados de Trichoderma spp.
b
Desenvolvimento da lesão de P. palmivora em frutos tratados com diferentes isolados de
Trichoderma spp. em relação a testemunha inoculada com P. palmivora.
c
Médias seguidas pelas mesmas letras não diferiram entre si pelo Teste de Tukey a 5%.
altura e do peso dessas plantas. O mesmo ocorreu na inoculação com plântulas da
variedade Sunrise. No experimento 1 houve 100% de mortalidade para todos os
tratamentos e no experimento 3 as porcentagens de plantas mortas variaram de
70% (isolados Tc25, 801, 2995 e T.harz) a 100% (vários isolados) (Tabela 8).
O possível efeito dos isolados de Trichoderma spp. no desenvolvimento das
plantas foi avaliado através da comparação do peso da raiz, do peso da parte aérea
e da altura das plantas, cujo solo foi infestado com Trichoderma spp. e que não
foram inoculados com Phytophthora comparado a testemunha absoluta.
Para o experimento 1 os resultados da analise estatística mostraram
variações significativas entre os tratamentos para as variáveis altura da planta
(P<0,05) e peso da raiz (P<0,05), na variedade golden, e apenas para altura da
47
Figura 9: Plântula de mamão sadia (a); plântulas apresentando: amarelecimento (b);
murcha (c) e tombamento (d) causados por infecção com P. palmivora
A
B
C
D
48
Figura 10: Plântula sadia e plântulas com dois estágios de infecção por P. palmivora (a);
plântula com sintoma de escurecimento (b); plântulas apresentando
escurecimento e apodrecimento (c).
A
B
C
49
Tabela 8 - Porcentagem de plantas mortas por Phytophthora por experimento das
variedades Golden e Sunrise nos diversos tratamentos com isolados de
Trichoderma e na testemunha. Os isolados de Trichoderma foram aplicados
no solo 8 dias antes da inoculação com zoosporos de Phytophthora.
Variedade Golden Variedade Sunrise
Isolado
Espécie Exp.1 Exp. 2 Exp.3 Exp.1 Exp.3
Tc 25
T.longibrachiatum
* 80 100 * 70
Tc 26
T. koningiopsis
* 80 70 * 100
Tc 35
T. harzianum
100 60 100 100 100
Tc 40
Trichoderma sp.
100 80 70 100 100
Tc 54
T. harzianum
100 80 90 100 80
291
T. asperellum
100 100 100 100 100
312
T. asperellum
100 100 80 100 90
316
T. asperellum
100 100 80 100 100
801
T. brevicompactum
100 80 100 100 70
905
T. viride
* 80 80 * 100
2995
T. stromaticum
* 80 70 * 70
ES5
Trichoderma sp.
* * 80 * 100
ES6
Trichoderma sp.
* * 60 * 100
ET2
T. asperellum
* 100 70 * 80
SF04
T. asperellum
* 70 80 * 100
7CC
T. atroviride
* * 100 * 80
T.atro
T. atroviride
* 70 50 * 80
T.harz
T. harzianum
* * 100 * 70
Testemunha
100 100 100 100 100
* Isolados que não fizeram parte do experimento
planta, na variedade sunrise (P<0,05). Os coeficientes de variação deste experimento
tiveram valores de 6,41 e 10,07 para altura da planta; 25,08 e 28,49 para peso da raiz; e
46,44 e 43,67 para parte aérea, para as variedades golden e sunrise respectivamente.
Para a variável altura das plantas, na cultivar golden, apenas a média das plantas
tratadas com o isolado 801 (11,20cm) diferiu das plantas testemunha (16,08cm) pelos
testes de Tukey e Dunnett ao nível de 5% de probabilidade, com efeito negativo do
tratamento (Tabela 9). Na variedade sunrise, as alturas médias das plantas dos
tratamentos Tc54, 801, Tc35 e Tc40 diferiram (P>0,05) daquelas das plantas
testemunhas, variando os decréscimos na altura média das plantas para estes
tratamentos de 27,88% (isolado Tc40) a 34,85% (isolado Tc54) (Tabela 10). Pelo teste
Dunnett (P>0,05), apenas o isolado Tc54 não diferiu estatisticamente da testemunha
para esta variável.
Não houve efeito positivo dos isolados de Trichoderma para o peso das raízes,
pois o único isolado que na variedade golden diferiu da testemunha, apresentou peso
médio inferior ao da mesma (Tabela 9).
Para o experimento 2, realizado apenas com a variedade golden, as analises de
variância para as variáveis altura da planta, peso da raiz e peso da parte aérea foram
50
significativas ao nível de 5%. Os coeficientes de variação foram 15,23 para altura, 43,58
para o peso da raiz e 64,10 para o peso da parte aérea.
Para a variável altura das plantas, as médias dos diferentes tratamentos não
diferiram entre si pelo teste Tukey a 5%. Apenas as plantas tratadas com o isolado T.atro
diferiram da testemunha. Os percentuais de aumento em relação a testemunha variaram
de 9,83% (isolado Tc 40) a 31,20% (isolado T.atro). Pelo teste Dunnett, os isolados
T.atro, 2995, 312, 801, Tc 35, SF04 e 316, diferiram (P>0,05) da testemunha. Para as
variáveis peso da raiz e peso da parte aérea não houve efeito dos tratamentos em
relação a testemunha (Tabela 11). Pelo teste de Dunnett diferiram da testemunha
(P>0,05) os isolados 316, 291, ET2 e 312 para peso de raízes e Tc40 para peso de
raízes e da parte aérea. As médias destes tratamentos foram menores que a da
testemunha.
Para o experimento 3, o teste de F, para variável peso da raiz, na variedade
golden, não foi significativo (P>0,05), enquanto que para a variedade sunrise, foi
significativo para todas as variáveis. Os coeficientes de variação deste experimento para
as variedades golden e sunrise, foram respectivamente para altura da planta 16,03 e
17,38; peso da raiz 32,15 e 37,10; e parte aérea 27,69 e 28,49.
Para a variedade golden, pelo teste Dunnet (P>0,05), apenas o isolado ES6
diferiu da testemunha para as variáveis altura da planta e peso da parte aérea. Pelo
teste Tukey ao mesmo nível de significância, a média da testemunha não diferiu das
mesmas dos isolados para nenhuma das 3 variáveis (Tabela 12).
Quanto à variedade sunrise, pelo teste Dunnett (P>0,05) diferiram da testemunha
as plantas tratadas com os isolados Tc54 e 312, para as variáveis altura da planta e
peso da parte aérea, Tc26 (altura da planta), 312 e T.atro (peso da raiz). Pelo teste
Tukey ao mesmo nível de significância, somente o isolado Tc54 teve desempenho
superior ao da testemunha para altura da planta, e os isolado 312 e T.atro para peso de
raiz (Tabela 13).
As plantas tratadas com o isolado Tc54 apresentaram um incremento de 30,5%
na altura e 56,25% no peso das raízes em relação às plantas testemunha e aquelas
tratadas com Tc26, 50% de aumento no peso das raízes.
51
Tabela 9– Efeito de isolados de Trichoderma spp. usados no experimento 1 sobre o desenvolvimento de mudas de mamoeiro da
variedade Golden
Isolados Espécie Altura da
planta (cm)
Percentual de aumento em
relação à testemunha
x
Peso da raiz (g) Peso da parte aérea (g)
Tc 40
Trichoderma sp.
16,50 a 2,61 1,92 a 0,60
Tc 54
T. harzianum
16,10 a 0,12 1,34 ab 0,64
291
T. asperellum
15,94 a -0,88 1,08 ab 0,60
312
T. asperellum
15,72 a -2,24 1,26 ab 0,57
Tc 35
T. harzianum
15,30 a -4,86 1,08 ab 0,52
316
T. asperellum
15,24 a -5,23 1,00 ab 0,72
801
T. brevicompactum
11,20 b -30,35 0,84 b 0,42
Testemunha
16,08 a
1,66 a 0,86
x
Altura de plantas inoculadas cujo solo foi infestado com isolados de Trichoderma spp. em relação as testemunhas
Médias seguidas das mesmas letras nas colunas não diferiram entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade
Tabela 10 – Efeito de isolados de Trichoderma
spp. usados no experimento 1 sobre o desenvolvimento de mudas de mamoeiro
da variedade Sunrise
Isolados Espécie Altura da
planta (cm)
Percentual de aumento
em relação à
testemunha
x
Peso da parte aérea (g)
Peso da parte aérea
Tc 54
T. harzianum
16,64 a 34,85 1,160 0,496
801
T. brevicompactum
15,82 ab 28,20 0,880 0,328
Tc 35
T. harzianum
15,82 ab 28,20 0,960 0,566
Tc 40
Trichoderma sp.
15,78 ab 27,88 1,100 0,590
291
T. asperellum
14,94 abc 21,07 1,040 0,578
316
T. asperellum
14,24 abc 15,40 0,820 0,420
312
T. asperellum
13,44 bc 8,91 1,060 0,522
Testemunha 12,34 c 1,040 0,498
x
Altura de plantas inoculadas cujo solo foi infestado com isolados de Trichoderma spp. em relação as testemunhas
Médias seguidas das mesmas letras nas colunas não diferiram entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade
52
Tabela 11 – Efeito de isolados de Trichoderma spp. usados no experimento 2 sobre o desenvolvimento de mudas de
mamoeiro da variedade Golden
Isolados Espécie Altura da
planta (cm)
Percentual de aumento em
relação à testemunha
x
Peso da raiz (g) Peso da parte aérea
(g)
Tatro
T. atroviride
30,70 a 31,20 2,05 ab 0,78 a
2995
T. stromaticum
29,95 ab 27,99 1,63 bc 0,52 ab
312
T. asperellum
29,80 ab 27,35 0,98 c 0,49 ab
801
T. brevicompactum
29,15 ab 24,57 1,49 bc 0,56 ab
Tc 35
T. harzianum
29,10 ab 24,36 1,22 bc 0,38 ab
SF04
T. asperellum
28,95 ab 23,72 1,98 abc 0,92 a
316
T. asperellum
28,95 ab 23,72 1,20 bc 0,43 ab
Tc 54
T. harzianum
28,65 ab 22,44 2,82 a 0,65 ab
Tc 25
T.longibrachiatum
28,25 ab 20,73 1,22 bc 0,38 ab
291
T. asperellum
27,80 ab 18,80 1,00 c 0,54 ab
905
T. viride
27,40 ab 17,09 1,40 bc 0,50 ab
Tc 26
T. koningiopsis
27,30 ab 16,66 1,80 abc 0,68 ab
ET2
T. asperellum
27,10 ab 15,81 0,99 c 0,59 ab
Tc 40
Trichoderma sp.
25,70 ab 9,83 0,97 c 0,22 b
Testemunha
23,40 b 2,05 ab
0,71 ab
x
Altura de plantas inoculadas cujo solo foi infestado com isolados de Trichoderma spp. em relação as testemunhas
Médias seguidas das mesmas letras nas colunas não diferiram entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade
53
Tabela 12 – Efeito de isolados de Trichoderma spp. usados no experimento 3 sobre o desenvolvimento de mudas de mamoeiro da
variedade Golden
Isolados
Espécie Altura da
planta (cm)
Percentual de aumento
em relação à
testemunha
x
Peso da raiz (g) Peso da parte
aérea (g)
ES6
Trichoderma sp.
14,55 a 24,46 0,61 1,77 a
Tatro
T. atroviride
14,14 ab 20,96 0,57 1,62 ab
Tc 26
T. koningiopsis
13,75 abc 17,62 0,58 1,43 abc
Tc 40
Trichoderma sp.
13,68 abc 17,02 0,62 1,51 ab
Tc 54
T. harzianum
12,99 abc 11,12 0,61 1,54 ab
Tharz
T. harzianum
12,96 abc 10,86 0,49 1,41 abc
ES5
Trichoderma sp.
12,93 abcd 10,60 0,49 1,25 abc
Tc 25
T. longibrachiatum
12,50 abcd 6,93 0,42 1,32 abc
Tc 35
T. harzianum
12,35 abcd 5,65 0,49 1,42 abc
291
T. asperellum
12,31 abcd 5,30 0,57 1,30 abc
801
T. brevicompactum
12,03 abcd 2,91 0,54 1,20 abc
SF04
T. asperellum
11,70 abcd 0,08 0,49 1,14 bc
905
T. viride
11,54 abcd - 0,59 1,45 ab
316
T. asperellum
11,22 bcd - 0,50 1,05 bc
312
T. asperellum
11,15 bcd - 0,52 1,14 bc
7CC
T. atroviride
10,86 cd - 0,48 1,07 bc
2995
T. stromaticum
10,81 cd - 0,44 1,14 bc
ET2
T. asperellum
9,81 d - 0,40 0,87 c
Testemunha
11,69 abcd 0,52
1,23 abc
x
Altura de plantas inoculadas cujo solo foi infestado com isolados de Trichoderma spp. em relação as testemunhas
Médias seguidas das mesmas letras nas colunas não diferiram entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade
54
Tabela 13 – Efeito de isolados de Trichoderma spp. usados no experimento 3 sobre o desenvolvimento de mudas de mamoeiro da
variedade Sunrise
Isolados Espécie Altura da
planta (cm)
Percentual de aumento
em relação à
testemunha
x
Peso da raiz (g) Peso da
parte aérea
(g)
Tc 54
T. harzianum
13,78 a 30,50 0,75 ab 1,71 a
Tc 26
T. koningiopsis
13,22 ab 25,19 0,72 ab 1,35 ab
ES6
Trichoderma sp.
12,75 abc 20,74 0,65 ab 1,55 ab
Tc 25
T. longibrachiatum
12,55 abc 18,84 0,71 ab 1,59 ab
291
T. asperellum
11,99 abcd 13,54 0,70 ab 1,55 ab
Tc 40
Trichoderma sp.
11,95 abcde 13,16 0,65 ab 1,54 ab
ET2
T. asperellum
11,51 abcde 8,99 0,71 ab 1,40 ab
7CC
T. atroviride
11,18 abcde 5,87 0,71 ab 1,23 ab
T.atro
T. atroviride
10,94 abcde 3,60 0,89 a 1,41 ab
2995
T. stromaticum
10,94 abcde 3,60 0,1 ab 1,34 ab
312
T. asperellum
10,92 abcde 3,41 0,95 a 1,40 ab
T.harz
T. harzianum
10,57 bcde 0,09 0,72 ab 1,24 ab
316
T. asperellum
10,47 bcde - 0,65 ab 1,40 ab
ES5
Trichoderma sp.
10,17 bcde - 0,55 ab 1,16 ab
Tc 35
T. harzianum
10,11 cde - 0,70 ab 1,40 ab
905
T. viride
9,92 cde - 0,71 ab 1,27 ab
SF04
T. asperellum
9,39 de - 0,56 ab 1,09 b
801
T. brevicompactum
8,88 e - 0,58 ab 1,01 b
Testemunha
10,56 bcde 0,48 b 1,15 ab
x
Altura de plantas inoculadas cujo solo foi infestado com isolados de Trichoderma spp. em relação as testemunhas
Médias seguidas das mesmas letras nas colunas não diferiram entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade
55
5. DISCUSSÃO
Devido a importância das podridões do pé e do fruto do mamoeiro causados
por P. Palmivora e do impacto ecológico e alto custo do controle químico realizou-se
a presente pesquisa visando testar algumas alternativas de controle biológico. Este
trabalho abrange um estudo in vitro do efeito de 18 isolados de Trichoderma obtidos
das espécies T. asperellum (5), T. atroviride (2), T. brevicompactum (1), T.
harzianum (3), T. longibrachiatum (1), T. loningiopsis (1), T. stromaticum (1), T. viride
(1) e 4 outros isolados de espécies ainda não identificadas; sobre um isolado de P.
palmivora (356).
Os isolados que mais produziram zoósporos foram 358,356 e 360
apresentando também crescimento micelial rápido. Os dois primeiros isolados foram
obtidos no município de Mucuri e o terceiro no município de Itabela, todos no mesmo
ano, após um surto de podridão de Phytophthora em mamoeiros, no sul da Bahia,
com elevadas perdas. Os três isolados foram usados em testes para avaliação de
sua agressividade e determinação da concentração de inóculo. No entanto, como as
mudas de mamoeiro disponíveis para realização das inoculações estavam mal
desenvolvidas ocorreu a morte de todas as plantas inoculadas das duas variedades
e nas diferentes concentrações de inóculo. Esta circunstância serviu para
demonstrar que os isolados mantinham-se patogênicos ao mamoeiro e que o
método de inoculação de Phytophthora por imersão era eficiente, embora
posteriormente tenha se observado ser ele bastante drástico.
Quanto ao efeito in vitro dos isolados de Trichoderma spp. sobre o
desenvolvimento de P. palmivora, observou-se que os isolados ES6, 312, 2995,
Tc26, 291, 905, Tc35, Tc25, ES5, T.atro, Tc54, SF04, ET2 e 7CC inibiram o
crescimento micelial do isolado de P. palmivora, diferindo estatisticamente da
testemunha, pelo teste de Dunnett ao nível de 5% de probabilidade (Tabela 4),
sendo este, considerado um resultado animador para o prosseguimento das
pesquisas.
Ao serem testados em frutos, no entanto, apenas os isolados 2995 e SF04
reduziram em mais de 50% as lesões causadas por P. palmivora inoculada nos
frutos tratados com Trichoderma 24 horas antes (Tabela 6 e 7). Entretanto, no
56
experimento 1 (Tabela 5) onde o isolado SF04 foi também utilizado, o seu efeito não
foi significativo em relação a testemunha, reduzindo o tamanho das lesões apenas
17%. Houve uma grande variação entre os experimentos. O coeficiente de variação
do experimento 1 (70,4), considerado elevado para este tipo de ensaio já demonstra
a interferência de fatores de variação que diminuíram no experimento 3 (CV=39,9),
embora este tenha contado com maior número de isolados e portanto de
tratamentos. Entre as possíveis causas de variação que podem ter influenciado
estão: a) desuniformidade no tratamento e estágio de maturação dos frutos – eram
frutos colhidos para comercialização e foram adquiridos, no caso dos experimentos
1 e 2 de distribuidor para o mercado de Itabuna, enquanto os frutos do experimento
3 foram doação do produtor (Algerfrutos), tendo vindo diretamente da plantação para
o laboratório no mesmo dia da coleta e tratados no dia imediatamente posterior. Os
que foram adquiridos do distribuidor poderiam já estar colhidos há mais dias e não
foi possível fazer uma padronização melhor do tamanho de frutos. Adquiriu-se o que
estava disponível; b) as condições do ambiente: embora o laboratório onde os
experimentos foram realizados fosse sempre o mesmo, a Clinica fitopatológica
Waldemar Tobias Lelis (CEPEC/SEFIT), nos finais de semana, o aparelho de ar-
condicionado ali existente é desligado. Assim, a temperatura do laboratório fica
sujeita a do ambiente externo. Os experimentos foram iniciados sempre na quinta-
feira e os frutos incubados em câmara-umida durante o final-de-semana, desse
modo, em épocas diferentes a temperatura é variável e as repetições dos
experimentos 1 e 2 ocorreram durante o verão, quando a temperatura durante o dia
é sempre superior a 30ºC.
Outros fatores podem ainda ser discutidos quanto a pouca eficiência dos
agentes biocontroladores usados nestes experimentos. Destacamos os seguintes:
1)na aplicação de Trichoderma optamos pelo método de imersão, entretanto
recomenda-se que outros métodos sejam testados futuramente; 2)apesar de apenas
uma concentração do inóculo de Trichoderma ter sido usada estamos cientes da
importância de estudos de dose-resposta. Um dos possíveis efeitos das altas
concentrações de inoculo é a produção de substâncias que inibem a germinação de
esporos do agente de biocontrole, como o efeito constatado para o ácido nonanóico
sobre a germinação de Rhipozus oligosporus (BREEUWER et al.,1997); 3) nos
experimentos aqui relatados, Trichoderma foi aplicado antes de Phytophthora. Uma
inversão da ordem de aplicação dos microorganismos deve ser testada, pois
57
isolados de Trichoderma que atuam por meio do mecanismo de micoparasitismo
podem ser favorecidos. O micoparasitismo é um dos mecanismos de ação mais
comuns de Trichoderma (BENITEZ et al., 2004; KUBICEK et al., 2001; HARMAN,
2000). Embora não tenhamos constatado microscopicamente a ocorrência deste
modo de ação, a esporulação sobre colônias de Phytophthora pelos isolados ES6,
312, 316, Tc 40, 2995, Tc26, 291, 905, Tc35, Tc25, ES5, T.atro, T.harz, Tc54, SF04,
ET2 e 7CC indica a ocorrência de micoparasitismo.
Outro mecanismo de ação comum em Trichoderma é a promoção de
crescimento (Harman, 2000 e 2004; Kubicek et al., 2001). Infelizmente, neste
estudo, nenhum dos isolados apresentou resultados consistentes quanto ao
crescimento das plantas (Tabelas 9-13). Neste caso, qualquer tentativa de explicar a
falta de efeitos positivos nos leva a especulações que só poderão ser provadas com
experimentação.
Os testes em mudas demonstraram a fragilidade das mesmas ao ataque de
Phytophthora, possivelmente devido ao fato das mesmas terem sido inoculadas
ainda muito novas, justamente quando são mais suscetíveis (KO, 1994). Além disso,
esses testes também demonstraram a incapacidade dos isolados de Trichoderma
testados em controlar a doença. Isto pode ter ocorrido também em decorrência do
intervalo de inoculação dos microorganismos que foi de uma semana. Outros
tempos de inoculação no substrato devem ser testados em trabalhos futuros. Talvez
o antagonista necessite de um maior período de tempo para colonizar o substrato.
Além disso, vários autores já demonstraram que Trichoderma não é um bom
colonizador de raízes (BETTIOL, 1991; SAWANT et al. 1995; AHMAD & BAKER,
1987). Outro aspecto a ser analisado é a concentração de zoósporos de P.
palmivora. Altas concentrações de inóculo podem inundar o sistema, levando todas
as plantas à morte. Portanto, estudos para a otimização da concentração de
zoósporos de Phytophthora devem ser conduzidos. Dianese et al., (2007) em
experimentos realizados com Trichoderma spp. em mudas de mamoeiro,
demonstram a eficiência de 2 isolados cen 162 e cen 235. Respostas similares não
foram obtidas no presente experimento. Este foi o único relato encontrado de uso de
Trichoderma spp. sobre o patossistema mamoeiro x P. palmivora.
Este trabalho abre novas perspectivas para o uso do controle biológico na
podridão dos frutos do mamoeiro. Dois isolados mostraram-se promissores. Até o
momento, não se dispunha de dados sobre a aplicação de antagônicos para o
58
controle de Phytophthora em frutos, pelo menos, não encontramos relatos na
literatura. Pesquisas deverão ser realizadas para confirmar e otimizar o uso de T.
stromaticum e T. asperellum para o controle da podridão- dos-frutos visando a sua
aplicação a campo. Outros isolados de T. stromaticum devem ser testados, uma vez
que só um isolado desta espécie foi utilizado neste experimento, e demonstrou
alguma eficiência nos testes em frutos de mamoeiro.
59
6.CONSIDERAÇÕES FINAIS
1. Entre os 14 isolados de Phytophthora palmivora testados, 356, 358 e 360,
apresentaram maior esporulação e crescimento micelial. Estes três isolados não
diferiram em agressividade à mudas de mamoeiro;
2. Nos testes in vitro os isolados de Trichoderma spp., Tc25, Tc26, Tc35, Tc54, 291,
312, 905, 2995, ES5, ES6, ET2, T.atro, SF04 e 7CC, inibiram o crescimento micelial
de P. palmivora;
3. O isolado de Trichoderma stromaticum, 2995 e um dos isolados de T. asperellum,
SF04 foram promissores no controle de P. palmivora em frutos;
4. Não houve efeito dos isolados de Trichoderma spp., testados no controle de P.
palmivora em mudas de mamoeiro, e nem ação positiva deles no crescimento das
mudas tratadas em relação aquelas da testemunha sem tratamento;
5. Evidenciou-se a necessidade da continuidade das pesquisas para o uso de
Trichoderma spp. como agentes de biocontrole das podridões do fruto e das raízes
do mamoeiro.
60
7.REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AHMAD, J. S.; BAKER, R. Rhizosphere competence of Trichoderma harzianum.
Phytopathology, v.77, nº2, p. 182-189. 1987.
AMORIM, E. P. R.; ITAMAR, S. D. Efeito da associação de antagonistas no controle de
Phytophthora parasitica e P. citrophthora em plântulas de citrus. Summa
Phytophatologica. 25(4): 335-338. 1999.
ARENAS, A. V. Trichoderma pers. Características generales y su potencial biológico
en la agricultura sostenible. Ing. Agrónomo. MSc. Villavicencio. Colômbia Disponível
em <http://www.oriusbiotecnologia.com/site/index.php?docs>. Acesso em 10 de
outubro de 2007.
BADILLO, V. M. Caricaceae: Segundo esquema. Revista de la Facultad de
Agronomia, Maracay, v. 43, p. 111, 1993.
BAKER, R.; AHMAD, J. S. Rhizosphere Competence of Trichoderma harzianum.
Phytophathology. V. 77, nº 21, 182-189, 1987.
BAKER, R.; DICKMAN, M. B. Biological control with fungi. In: METTING JR; F.B.
(Ed.) Soil Microbial Ecology: applications in agricultural and environmental
management. New York: Dekker, p. 275-305, 1993.
BARNETT, H. L.; HUNTER, B. B. Illustred genera of imperfect fungi (3ª ed).
Minneapolis: Burgess Publishing Company,. 1972.
BASTOS, C. N. Estratégias de controle biológico de fitopatógenos do cacaueiro. VII
Reunião de Controle Biológico de Fitopatógenos. Ilhéus, Anais. p. 25-27, 2003.
61
BATISTA, A. C. Principais doenças das plantas no Nordeste, Boletim S.A.I.C., Recife,
p. 195-252, 1946.
BENÍTEZ, T.; RINCÓN, A. M. M. LIMÓN; C.; CÓDON, A. C. Biocontrol mechanisms
of Trichodermastrains. International microbiology 7:249-260, 2004.
BETTIOL, W. Componentes do controle biológico de doenças de plantas. In:
BETTIOL, W. (Org.) Controle biológico de doenças de plantas. Brasília:
EMBRAPA. p. 1-5, 1991.
BREEUWER, P.; DE REU, J. C.; DROCOURT JEAN-LOUIS; ROMBOUTS, F. M.;
ABEE. T. Nonanoic Acid, a Fungal Self-Inhibitor, Prevents Germination of Rhizopus
oligosporus Sporangiospores by Dissipation of the pH Gradient. Applied and
environmental microbiology, p. 178–185, 1997.
COOK, R. J.; BAKER, K. F. The nature and practice of biological control of plant
pathogens. St. Paul, APS, 539p, 1983.
COSTA, J. C. B., BEZERRA, J. L., CAZORLA, I. M. Controle biológico da vassoura-de-
bruxa do cacaueiro na Bahia com Trichoderma polysporum. Fitopatologia Brasileira,
21, 397, 1996.
DHINGRA, O.D.; SINCLAIR, J.B. Basic plant pathology methods. 2 edição, Lewis
Publishers, London, 434p., 1994.
DIANESE, A. C.; BLUM, L. E. B.; DUTRA, J. B.; FREITAS, L. F., LOPES, L. F.;
SENA, M. C.; & MELLO, S. C. Avaliação in vitro de Trichoderma para o controle de
Phytophthora palmivora. Brasília, Fitopatologia Brasileira, 30: S78, 2005.
EMBRAPA, 2007.Disponível em:
http://www.cpatsa.embrapa.br/catalogo/livrorg/mamao.pdf. Acesso em 21 de
novembro de 2007.
62
ERWIN, D. C e RIBEIRO, O. K. Phytophthora diseases worldwide. St. Paul, USA, The
American Phytopathological Association, p. 562, 1996.
FIGUEIREDO, M. B., 2007 Disponível em: <http://www.geocities.com/~esabio/>.
Acesso em 01 de julho de 2007.
GEES, R. e COFFEY. M. D. Evaluation of a Strain of Myrothecium roridum as a
Potential Agent against Phytophthora cinnamomi, Phytopathology, vol. 79, p. 1079-
1084, 1989.
HANADA, E. H.; PIROVANI, C. P.; POMELLA, A. W. V.; PEREIRA, J. O. Produção
de glucanase e celulase em meios de cultura por Trichoderma viride, potencial
agente de biocontrole da podridão-parda do cacau. Brasília, Fitopatologia
Brasileira, 31, 2006.
HARMAN, G. E. Myths and dogmas of biocontrol – changes in perceptions derived
from research on Trichoderma harzianum T-22. Plant Disease, v. 84, p. 377-392,
2000.
HARMAN, G. E. Trichoderma species – opportunistic, avirulent plant symbionts.
Nature, v. 2, p. 43-56, 2004.
HOFMEYER, J. D. J. Genetical studies of carica papaya L. African Dept. Agric.
For. Sci., Bull., v.187, p.1-64, 1938.
HOROVITZ, S. Determinacion del sexo em carica papaya L. Estructura hipotetica de
los cromossomos sexuales. Agronomia Tropical, v.3, p.229-249, 1954.
HOWELL, C. R. Mechanisms employed by Trichoderma species in the biological
control of plant diseases: The history and evolution of current concepts. Plant
Disease 87 (1): 4-10, 2003.
HUNTER, J. E & KUNIMOTO, R. K. Dispersal of Phytophytora palmivora sporangia
by wind-blown rain, St. Paul, Phytopathology, 64 (2): 202-206. 1974.
63
IBGE,Produção agrícola municipal. Disponível em:
http://www.ibge.com.br/home/presidencia/noticias/noticia_visualiza.php?id_noticia=9
98&id_pagina=1. Consultado em 21 de novembro de 2007.
KANNWISCHER, M. E. e MITCHELL, D. J. The influencd of a fungicide on the
epidemiology of black shank of tobacco. Phytopathology, v. 68, p. 1760-1765,
1978.
KELLEY, W.D. Evaluation of Trichoderma harzianum impregned clay granules as a
biocontrol for Phytophthora cinnamomi causing damping-off of pine seedlings.
Phytopathology 66, p.1023-1027, 1976.
KO, W. H. Biological control of seedling root rot of papaya caused by Phytophthora
palmivora. Phytopathology 61:780-782, 1971.
KO, W. H. Phytophthora fruit rot and root rot. In. Ploetz, Ploetz, R. C., Zentmyer, G.
A., Nishijima, W. T., Rohrbaxh, K. G., Ohr, H. D (Eds.) Compendium of tropical fruit
diseases. St. Paul. APS Press. P. 61-62, 1994.
KRUGNER, T. L.; BACCHI, L. M. A. Fungos. In: BERGAMIN FILHO, A.; KIMATI, H.;
AMORIN, L. (Eds.) Manual de Fitopatologia. v. 3. ed. São Paulo: Agronômica
Ceres, p. 46-95, 1995.
KUBICEK, C. P.; MACH, R. L. ; PETERBAUER, C. K.; LORITO, M. Trichoderma:
from genes to biocontrol. Journal of Plant Pathology. 83 (2) p, 11-23, 2001.
LIBERATO, J. R; VANETTI, C.; RODRIGUES, C. H.; DIAS, V. P. Ocorrência de
Phytophthora em mamoeiro (Carica papaya L.) no Estado do Espírito Santo.
Brasília, Fitopatologia Brasileira, n. 18, p. 324, 1993.
LUNA, J. V. U. Instruções práticas para a cultura do mamoeiro. Salvador: EPABA,
14p, 1980.
64
LUZ, E. D. M. N.; SANTOS, A. F.; MATSUOKA, K.;BEZERRA.J. L.; Doenças
causadas por Phytophthora no Brasil. Livraria e Editora Rural – LTDA.,. p. 413,.
2001.
MAMÃO. Agrianual 2003, São Paulo, p. 378-389, 2003.
MARIN, S. L. D.; GOMES, J.A. Morfologia e biologia floral do mamoeiro. Informe
Agropecuário, Belo horizonte, v.12, n.134, p. 10-14, 1986.
MARTINS, D. dos S.; COSTA, A. de F. S. da. A cultura do mamoeiro: tecnologias
de produção. Vitória, ES: Incaper, 497p, 2003.
MAY-DE MIO, L. L.; GUINI, R.; KIMATI, H. Solarização para controle de
Phytophthora parasitica em mudas de citrus. Brasília. Fitopatologia Brasileira,
27(3), p. 254-258, 2002.
MELO, I. S. Potencialidades de utilização de Trichoderma spp. no controle biológico
de doenças de plantas. In: BETTIOL. W. (org.) Controle biológico de doenças de
plantas. Jaguariúna: EMBRAPA-CNPDA, p. 135-156. 1991.
MELO, I. S. Agentes microbianos de controle de fungos fitopatogênicos. (Eds.)
Controle biológico. Jaguariúna: EMBRAPA, 1998.
OLIVEIRA, A. A. R., BARBOSA, C. de J., SANTOS FILHO, H. P.; MEISSNER
FILHO, P. C. Doenças e seu controle. IN: O cultivo do Mamão. (EMBRAPA –
CNPMF, Circular Técnico, 34). Cruz das Almas, BA: EMBRAPA – CNPMF, p. 44 –
55, 1999.
RAMIREZ, I. S. et al. Trichoderma harzianum (Cepa A34): un biopreparado de
amplio espectro para micopatologías del tomate y del pimiento. Habana:
INISAV, (CID-INISAV Boletín Técnico, 4), 36p, 1995.
65
REIS, A., ROSA, L. R. MARIANO, S. J. M., MENEZES, M., Phytophthora palmivora,
agente de podridão de raiz e frutos de mamão em Pernambuco. Fitopatologia
Brasileira. 22(4), 565, 1997.
REZENDE, J. A. M.; MARTINS, M. C. Doenças do Mamoeiro. In: KIMATI, H.;
AMORIM, L.; BERGAMIN FILHO, A.; CAMARGO, L.E.A.; REZENDE, J.A.M. (Eds.)
Manual de fitopatologia: doenças das plantas cultivadas. 4. ed. São Paulo:
Agronômica Ceres, v.2, p. 435-443, 2005.
ROMEIRO, R. S. Indução de resistência em plantas a patógenos. Viçosa: Ed.
UFV, (Caderno Didático nº 56), 45p, 1999.
SAMUELS, G.J. Trichoderma: A review of biology and systematic of the fungus.
Mycologycal Research, 100, 923-925, 1996.
SANCHES, N. F.; DANTAS, J. L. L. O Cultivo do Mamão. Cruz das Almas-BA,
105p. 1999.
SAWANT, I. S.; SAWANT, S. D. & NANAYA, K. A. Biological control of Phytophthora
root rot of coorg mandarin (Citrus reticulada) by Trichoderma species grown on coffee
waste. Indian Journal of Agricultural Sciences 65(11): 842-846. 1995.
SILVA, G. S, Podridão das raízes e dos frutos. In. LUZ, E.D.M.N., SANTOS, A.F.;
MATSUOKA, K.; BEZERRA.J.L. (eds). Doenças causadas por Phytophthora no
Brasil. Livraria e Editora Rural – LTDA., p. 413-423. 2001.
SIVAN, A.; CHET I. The possible role of competition between Trichoderma
harzianum and Fusarium oxysporum on rhizosphere colonization. Phytopathology,
v. 79, p. 198-203, 1989.
SPIEGEL, Y.; CHET, I. Evaluation of Trichoderma spp. as a biocontrol agent against
soilborne fungi and plant-parasitic nematodes in Israel. Integrated Pest
Management Review, v. 3, p. 169-175, 1998.
66
STOREY, W. B. Genetics of papaya. Journal of Heredity, Washington, v.44, p. 70-78,
1953.
TATAGIBA, J. S.; OLIVEIRA, K. V.; & AGUILAR, M. A. Avaliação da eficiência do
Trichodermil PM no controle da Podridão de Phytophthora na cultura do mamão.
Brasília. Fitopatologia Brasileira, 30, S79, 2005.
VALDEBENITO-SANHUENZA, R. M. Uso de formaldeído e Trichoderma para prevenir
a recolonização de solo por Phytophthora em pomares de macieira). Anais, II Reunião
de Controle Biológico de Doenças de Plantas. Campinas, Fundação Cargil, p.55, 1987.
ZENTMYER, G. A., KAOSIRI, T. e IDOSU, G. Taxonomic variants in the Phytophthora
palmivora complex. Trans. Br. Mycol. Soc. 69: 329-332, 1977.
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