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A Deus toda honra e glória;
Aos meus queridos pais,
Wilson e Rita;
Aos meus manos amados,
Marcelo e Márcio;
Aos queridos sobrinhos,
Fabrício Yohan e Ana Beatriz.
O
F
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R
E
Ç
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A todos os amigos e
Familiares.
AGRADECIMENTOS
Nenhuma conquista é o resultado exclusivo do nosso esforço. Então agradeço:
A Deus, por ser meu Pastor e estar ao meu lado me guiando e protegendo em
todos os momentos de minha vida.
A Universidade Estadual Paulista – UNESP, Campus de Ilha Solteira, pela
possibilidade de realização desta dissertação.
A Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – CAPES, pela
concessão de Bolsa de Estudos.
A Profª Drª Marli de Fátima Stradioto Papa – Minha Orientadora – UNESP –
Campus de Ilha Solteira – SP, pelo conhecimento transmitido, sugestão e colaboração,
agradeço a atenção e principalmente a paciência.
Ao Profº Drº Paulo César Ceresini, UNESP – Campus de Ilha Solteira – SP, que
sempre acreditou em meu potencial, obrigada pela força e incentivo, e pela correção do
abstract.
Ao Profº Drº Alexsander Seleguini e Engenheiro Agrônomo Rafael Fadel, pela
amizade e auxílio na execução das análises estatísticas.
À banca examinadora, Drº César Júnior Bueno e Profª Drª Marineide Rosa Vieira
pelas críticas e sugestões à dissertação.
Aos colegas de laboratório: Mércia I. B. Celoto, Juliana A. Santos, Rafael Fadel,
Ana Paula Portugal, Wagner V. Pereira e Márcia H. Scabora pelo convívio e
companheirismo neste período.
Aos funcionários do Departamento de Fitossanidade, Engenharia Rural e Solos:
Domingos P. Carneiro e Ângela Mª M. Kato, em especial aos técnicos: Vera Andrade, José
A. Augustini, Carlos A. Silva e João B. M. Carvalho, pela valiosa ajuda.
Aos funcionários do Departamento de Biologia e Zootecnia, ao técnico Sidival A.
Carvalho e em especial ao Profº Drº Antonio F. Bergamaschine pelo uso da estufa e do
moinho do departamento.
Aos estimados professores da UNESP – Agronomia, que foram muito importantes
para minha formação profissional e pessoal.
A Onilda N. O. Akasaki, Maria de Fátima Sabino, Adelaide A. S. Passipieri e Marcia
Xavier, funcionárias da Seção de Pós-graduação, pelo carinho, amizade e atenção
dispensada.
Aos vigias noturnos da Agronomia, que sempre estiveram presentes, meu muito
obrigado.
A Prefeitura de Ilha Solteira, em especial ao Vereador e Diretor de Agronegócios,
Pesca e Meio Ambiente João de Oliveira e ao técnico agropecuário Robson Dourado, pelo
carinho e amizade.
Aos amigos Zenaide Cardoso, Fernanda R. Silva, Guilherme Nunes Rodolpho e meu
irmão Marcio Roberto, pela valiosa ajuda e companheirismo.
A todos que de alguma forma contribuíram para a realização deste trabalho, meus
mais sinceros agradecimentos.
BIOGRAFIA
MARCIA FERNANDA DA SILVA
¾ Em 1999, graduou-se em Agronomia pela UFSM- Universidade Federal de
Santa Maria – Santa Maria/RS;
¾ Em 2002, cursou o Técnico em Informática pela Escola Técnica Estadual
(ETEC) de Ilha Solteira/SP, mantido pelo Centro Paula Souza (CEETEPS);
¾ Em 2006, especializou-se em Manejo de Doenças de Plantas, Curso de Pós-
Graduação Latu Sensu pela Universidade Federal de Lavras - UFLA –
Lavras/MG;
¾ Em março de 2006, iniciou o curso de Mestrado em Agronomia, na área de
Sistemas de Produção, na UNESP - Universidade Estadual Paulista “Júlio de
Mesquita Filho” – Campus de Ilha Solteira/SP, completando com este trabalho
os requisitos necessários à obtenção do título de Mestre em Agronomia, em
Dezembro de 2008.
“Mesmo que soubesse que o mundo se desintegraria amanhã,
ainda assim plantaria a minha macieira."
Drº Martin Luther King
1929-1968
SILVA, M. F. ATIVIDADE ANTIFÚNGICA DE EXTRATOS DE Momordica charantia
L. E Lafoensia pacari St. Hil. SOBRE Colletotrichum musae (Berk. & M. A. Curtis) Arx.,
Ilha Solteira, 2008. 74f. Dissertação (Mestrado em Agronomia) – Faculdade de Engenharia de
Ilha Solteira, Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”.
RESUMO
Plantas apresentam grande diversidade de compostos orgânicos que podem ter ação
antifúngica. O objetivo deste estudo foi determinar a atividade antifúngica in vitro e in vivo de
extratos de pacari e melão-de-são-caetano sobre o crescimento micelial e a germinação de
esporos de Colletotrichum musae. Avaliou-se, também o efeito dos extratos no
desenvolvimento de lesões de antracnose em bananas, da variedade Nanicão, sob condições de
laboratório e a campo. Os extratos foram obtidos a partir de plantas secas ao sol e em estufa
com circulação forçada de ar, moídas, utilizando-se como agente extrator a água ou álcool
etílico. Somente o fungicida proporcionaram 100% de inibição do crescimento micelial e da
germinação de esporos e o extrato de melão-de-são-caetano hidroetanólico, seco so sol,
incorporado a 50% em BDA, proporcionaram 100% de inibição da germinação de esporos. Os
extratos de pacari aquoso não diluído proporcionaram as menores percentagens de lesões de
antracnose nos frutos. Os extratos hidroetanólicos de pacari retardaram a maturação dos frutos
em quatro-cinco dias em relação a testemunha. As propriedades antifúngicas dos extratos de
pacari e melão-de-são-caetano detectadas em nosso estudo evidenciaram o uso potencial dos
mesmos como uma alternativa aos métodos adotados para o controle da antracnose em banana.
TERMOS PARA INDEXAÇÃO: Musa spp., melão-de-são-caetano, pacari, antracnose,
extrato vegetal.
SILVA, M. F. ANTIFUNGAL ACTIVITY OF EXTRACTS OF Momordica charantia L.
AND Lafoensia pacari St. Hil. on Colletotrichum musae (Berk. & M. A. Curtis) Arx. Ilha
Solteira, 2007. 74f. Dissertation (Master's degree in Agronomy) – Faculdade de Engenharia,
Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho, Ilha Solteira, 2008.
ABSTRACT
Plants present a high diversity of organic compounds that can have antifungal activity. The
objective of this study was to determine the in vitro and in vivo antifungal activity of pacari
and bitter melon extracts on the mycelial growth and spores germination of Colletotrichum
musae. We also aimed to evaluate the effect of these two extracts in the development of
anthracnose lesions on bananas variety Nanicão, under laboratory and field conditions. The
extracts were obtained by grinding sun- or stews with forced circulation of air plant tissues,
using water or ethylic alcohol as extractors. Only the fungicide check inhibited 100% of the
mycelial growth and the spores germination, and of bitter melon hydro-ethanolic extracts
incorporated at 50% in PDA inhibited 100% of the spores germination. The non-diluted
aqueous extracts of pacari provided the lowest percentages of anthracnose lesions on banana
fruits. The hydro-ethanolic extract of pacari delayed the maturation of the fruits in at least four
to five days in relation to the non-treated checks. The antifungal properties of the pacari and
bitter melon extracts detected in our study evidenced their potential use as alternative to the
methods commonly adopted for controlling banana anthracnose.
Key words: Musa spp., bitter melon, pacari, anthracnose, plant extracts.
SUMÁRIO
Página
1. INTRODUÇÃO....................................................................................................... 15
2. REVISÃO DE LITERATURA............................................................................... 19
2.1 Antracnose e sintomatologia............................................................................. 19
2.2 Etiologia............................................................................................................ 21
2.3 Manejo da antracnose........................................................................................ 22
2.4 Banana – variedade Nanicão............................................................................. 23
2.5 O Projeto Agrícola Social – PAS....... ....................................................... 25
2.6 Melão-de-são-caetano – Momordica charantia................................................ 27
2.7 Pacari – Lafoensia pacari.................................................................................. 28
2.8 Uso de extratos vegetais no controle da antracnose.......................................... 30
3. MATERIAL E MÉTODOS.................................................................................... 33
3.1 Coleta do material vegetal................................................................................. 33
3.2 Preparo dos extratos.......................................................................................... 35
3.3 Isolados de Colletotrichum musae.................................................................... 35
3.4 Preparo do fungicida......................................................................................... 36
3.5 ENSAIOS......................................................................................................... 36
3.5.1 Ensaio in vitro: Efeito de extratos de melão-de-são-caetano e pacari sobre
o crescimento micelial de Colletotrichum musae em meio de cultura
BDA...................................................................................................................
36
3.5.2 Ensaio in vitro: Efeito de extratos de melão-de-são-caetano e pacari sobre
a germinação de esporos de Colletotrichum
musae......................................................................................................................
37
3.5.3 Ensaio in vivo: Efeito da aplicação de extratos de melão-de-são-caetano e
pacari na inibição de Colletotrichum musae em frutos de banana, sob condições
de campo............................................................................................................
38
3.5.4. Ensaio in vivo: Efeito da aplicação de extratos de melão-de-são-caetano e
pacari na inibição do desenvolvimento de Colletotrichum musae em bananas,
sob condições de Laboratório.............................................................................
39
3.5.5. Análise estatística..................................................................................... 40
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO........................................................................... 41
4.1 Caracterização dos extratos.............................................................................. 41
4.2 Efeito de extratos de melão-de-são-caetano e pacari sobre o crescimento
micelial de Colletotrichum musae, incorporados em meio de cultura
BDA......................................................................................................................
43
4.3 Efeito de extratos de melão-de-são-caetano e pacari sobre a germinação
de esporos de Colletotrichum musae...................................................................
48
4.4 Efeito da aplicação de extratos de melão-de-são-caetano e pacari na
inibição do desenvolvimento de Colletotrichum musae em bananas, sob
condições de campo............................................................................................
51
4.5 Ensaio in vivo: Efeito da aplicação de extratos de melão-de-são-caetano e
pacari na inibição do desenvolvimento de Colletotrichum musae em bananas,
sob condições de Laboratório.................................................................................
54
5.
CONSIDERAÇÕES FINAIS..................................................................................
58
6.
CONCLUSÕES.......................................................................................................
61
7. REFÊRENCIAS................................................................................................. 63
LISTA DE FIGURAS
Página
Figura 1
Sintomas da antracnose em banana causados pelo Colletotrichum
musae. Ilha Solteira, SP. 2008...................................................................
20
Figura 2
Cacho de banana var. Nanicão. PAS, Ilha Solteira, SP. 2008.................. 24
Figura 3
Localização do Projeto Agrícola Social no município de Ilha Solteira.
Ilha Solteira, SP. 2008...............................................................................
25
Figura 4
Vista parcial do bananal. Projeto PAS. Ilha Solteira, SP.
2008...........................................................................................................
26
Figura 5
Folhas, flores e fruto de Momordica charantia......................................... 27
Figura 6
Árvore Lafoensia pacari no cerrado (Fazenda de Ensino e Extensão-
FE-Unesp), Selvíria, MS. 2007..................................................................
29
Figura 7
Plantas de pacari e melão-de-são-caetano secando ao sol, em piso de
cimento. Ilha Solteira, SP. 2008................................................................
42
Figura 8
Percentagem de inibição do crescimento micelial (PICM) de
Colletotrichum musae e concentrações dos extratos (%) de melão-de-
são-caetano hidroetanólico (He) e aquoso (aq), com material vegetal
seco em estufa (E) e ao sol (S). Ilha Solteira, SP. 2008............................
45
Figura 9
Efeito dos extratos (50%) de melão-de-são-caetano hidroetanólico (he)
e aquoso (aq), no crescimento micelial (PICM) de Colletotrichum
musae e concentrações com material vegetal seco em estufa (E) e ao sol
(S). Ilha Solteira, SP. 2008........................................................................
46
Figura 10
Percentagem de inibições do crescimento micelial (PICM) de
Colletotrichum musae e concentrações dos extratos (%) de melão-de-
são-caetano hidroetanólico (He) e aquoso (aq), com material vegetal
seco em estufa (E) e ao sol (S). Ilha Solteira, SP. 2008............................
47
Figura 11
Efeito dos extratos (50%) de pacari hidroetanólico (he) e aquoso (aq),
no crescimento micelial (PICM) de Colletotrichum musae e
concentrações com material vegetal seco em estufa (E) e ao sol (S), em
Ilha Solteira, SP. 2008...............................................................................
47
Figura 12
Esporos não-germinados (A) e germinado (B) de C. musae. Ilha
Solteira, SP. 2006......................................................................................
48
Figura 13
Percentagem de inibição da germinação de esporos (PIGE) de
Colletotrichum musae e concentrações dos extratos (%) de melão-de-
são-caetano hidroetanólico (He) e aquoso (aq), com material vegetal
seco em estufa (E) e ao sol (S). Ilha Solteira, SP, 2008............................
50
Figura 14
Percentagem de inibição da germinação de esporos (PIGE) de
Colletotrichum musae e concentrações dos extratos (%) de pacari
hidroetanólico (he) e aquoso (aq), com material vegetal seco em estufa
(E) e ao sol (S). Ilha Solteira, SP, 2008.................................................
51
Figura 15
Efeito do tiofanato metílico, na concentração de 1000 µmL
-1
(T
9
) e da
ausência de produto (Testemunha: T
10
) no desenvolvimento da lesão de
antracnose causada por Colletotrichum musae, em bananas. Ilha
Solteira, SP. 2007......................................................................................
53
Figura 16
Efeito dos extratos aquoso (aq) e hidroetanólico (he) melão-de-são-
caetano (MSC), da ausência de produto (Testemunha) no
desenvolvimento de lesões de antracnose causada por Colletotrichum
musae, em bananas, avaliadas aos 11 dias após a instalação do
experimento. Ilha Solteira, SP. 2008.........................................................
55
Figura 17
Efeito dos extratos aquoso (aq) e hidroetanólico (he) de pacari (PAC),
da ausência de produto (Testemunha) no desenvolvimento de lesões de
antracnose causada por Colletotrichum musae, em bananas, avaliadas
aos 11 dias após a instalação do experimento. Ilha Solteira, SP. 2008.....
56
LISTA DE TABELAS
Página
Tabela 1
Rendimento de massa seca em relação à massa verde (%) das plantas
de melão-de-são-caetano (MSC) e pacari (PAC), submetidos à secagem
em estufa e ao sol. Ilha Solteira. SP. 2008. ..............................................
41
Tabela 2
Rendimento, pH e características dos extratos de melão-de-são-caetano
e pacari. Ilha Solteira. SP. 2008. ..............................................................
43
Tabela 3
Equação de regressão linear (ERL) e concentração efetiva (CE
50
) para
inibição de 50% do crescimento micelial de C. musae em meio de
cultura, para os extratos aquosos (aq) e hidroetanólico (he) de pacari
(PAC), melão-de-são-caetano (MSC) e tiofanato metílico. Ilha Solteira,
SP. 2008....................................................................................................
44
Tabela 4
Equação de regressão linear (ERL) e dose letal (DL
50
) para inibição da
germinação de esporos de C. musae em meio de cultura para os
extratos aquosos (aq) e hidroetanólico (he) de pacari (PAC), melão-de-
são-caetano (MSC) e tiofanato metílico. Ilha Solteira, SP. 2008.............
49
Tabela 5
Características de cachos de bananas tratados aos 40, 20 e 0 dia antes
da colheita mantidas em condições de laboratório, com extratos
aquosos(aq) e hidroetanólicos (he) de pacari (PAC) e melão-de-são-
caetano (MSC), tiofanato metílico e tratamento testemunha, avaliadas
aos 11 dias após a colheita. Ilha Solteira, SP. 2008..................................
52
Tabela 6
Características de bananas tratadas no dia da colheita e mantidas em
condições de laboratório, com extratos aquoso (aq) e hidroetanólico
(he) de pacari (PAC) e melão-de-são-caetano (MSC), tiofanato metílico
e do tratamento testemunha, avaliadas aos 11 dias após a colheita, Ilha
Solteira,SP. 2008. .....................................................................................
54
16
1. INTRODUÇÃO
A bananeira (Musa spp.) se originou no sudeste da Ásia (SILVA, 2000, p.30-38). Essa
planta possui o fruto mais popular do Brasil, sendo consumido nas formas in natura, cozido,
frito ou processado industrialmente como doces ou passas (CORDEIRO; MATOS, 2003,
p.323-390).
O Brasil é o segundo maior produtor mundial de banana e o maior consumidor com
consumo per capita de 29 kg/hab/ano. A Índia apresenta a maior colheita mundial, mas dada à
dimensão da sua população tem um consumo per capita de apenas 12 kg/hab/ano. Por outro
lado, a banana é a fruta mais importante e o quarto alimento vegetal mais consumido no
mundo, superado pelo arroz, trigo e milho (GONÇALVEZ et al., 2005, p.93-107).
O Brasil na produção mundial de frutas supera os 34 milhões de toneladas. A base
agrícola da cadeia produtiva das frutas abrange 2,2 milhões de hectares, gerando quatro
milhões de empregos diretos e um PIB agrícola de US$ 11 bilhões. No entanto, o volume de
exportação ainda é pequeno, principalmente em vista do elevado volume de perdas, estimado
em 10 milhões de toneladas/ano, correspondendo a 30-40% da produção (BEZERRA et al.,
2005, p.47-57).
Nos períodos de janeiro a setembro de 2004 e 2005, a quantidade exportada aumentou
de 131,4 mil toneladas para 160,4 mil toneladas. Destacando-se a Argentina, principal país
individual para onde são vendidas as maiores quantidades das bananas brasileiras. Os
principais países importadores da banana brasileira, em valor, são pela ordem: Reino Unido,
17
Argentina, Itália e Uruguai, e todos eles mostraram acréscimos nos montantes destinados à
aquisição do produto brasileiro. As transações com o MERCOSUL, que totalizaram US$ 8,3
milhões nos primeiros nove meses de 2004, em igual período de 2005 atingiram 10 milhões,
também confirmando o aumento (GONÇALVEZ et al., 2005, p.93-107).
No Estado de São Paulo, a área cultivada com banana cresceu de 27,7 mil hectares no
triênio 1969-1971 para 59,9 mil hectares em 2002-2004, estando os plantios concentrados na
região agrícola de São Paulo (antiga divisão territorial estadual do período 1973-1984 que
grosso modo corresponde à soma dos territórios das atuais regiões metropolitanas da Baixada
Santista e da Grande São Paulo com o da Região Administrativa de Registro). Os plantios de
banana expandiram-se de 21,7 mil hectares na entrada dos anos 1970 para 42,2 mil hectares
nos dias atuais (GONÇALVEZ et al., 2005, p.93-107).
Apesar dessa elevada produção de frutas tropicais, ocorre um grande volume de perdas,
que corresponde em média a 30% do total produzido (BENATO, 1999, p.90-93).
A cultura da bananeira tem registrado, durante todo o seu ciclo vegetativo e produtivo,
um grande número de doenças, que podem ser causadas por fungos, bactérias, vírus e
nematóides, afetando diversas partes da planta. Este pode ser um dos motivos pelo qual o
Brasil exporta apenas cerca de 1% de sua produção anual. No sistema produtivo da bananeira,
as doenças constituem a maior preocupação, haja vista o elevado nível de perdas que tem sido
atribuído a elas (CORDEIRO et al., 2007, p.146-182).
As doenças de pós-colheita são importantes em frutos de banana, principalmente para
os frutos destinados à exportação, destacando-se a antracnose, causada por Colletotrichum
musae (Berk. & Curtis) von Arx.. Ela pode afetar as frutas propriamente dita bem como ser a
causa da podridão da coroa (BASTOS; ALBUQUERQUE, 2004, p.255-257; SERRA; SILVA,
2004, p.475-480, CORDEIRO et al., 2005, p.99-117). A antracnose, causada por espécies de
Colletotrichum, é a principal doença de frutos em pós-colheita, sendo considerada doença de
elevada importância econômica no Nordeste do Brasil (SERRA; SILVA, 2004, p.475-480).
Frutos de goiaba (Psidium guajava L.) var. Paluma, mamão (Carica papaya L.) var.
Sunrise Solo, banana (Musa spp.), maracujá-amarelo (Passiflora edulis f. flavicarpa Deg) e
manga (Mangifera indica L.) var. Tommy Atkins, são naturalmente infectados pelo fungo em
pomares comerciais da região Sudoeste da Bahia (SILVA, et al., 2006, p.131-133).
18
O sintoma típico da doença em banana é caracterizado por lesões arredondadas,
grandes, necróticas e bordos ligeiramente elevados e centro dos tecidos deprimidos, onde são
produzidas massas de conídios de coloração alaranjada (BAILEY et al., 1992 p.88-120).
Ainda pode ocorrer uma podridão-mole nos frutos, prejudicando a sua comercialização (LIMA
FILHO et al., 2003, p.620-625).
A doença é considerada o mais grave problema na fase de pós-colheita em bananas. O
fungo pode penetrar no fruto com ou sem ferimento. Embora se manifeste na fase de
maturação, pode ter início no campo, ocasião em que os esporos do agente causal, dispersos
no ar, atingem e infectam os frutos. Não há desenvolvimento de sintomas em frutos verdes
(CORDEIRO et al.; 2007, p.146-182).
Para o controle da doença vem sendo utilizados tratamento químico e práticas
culturais, visando a reduzir a quantidade de inóculo no campo. Em pós-colheita, as medidas de
controle são constituídas principalmente de fungicidas. A restrição ao uso de fungicidas,
devido à fitotoxicidade, efeitos residuais, espectro de ação e resistência pelo patógeno, tem
levado a procura de métodos alternativos de controle, tais como, uso de biofungicidas, extratos
vegetais e óleos essenciais. Os resultados alcançados nessa linha de pesquisa têm-se mostrado
promissores para uma utilização prática no controle de fitopatógenos em diversas culturas
(FRANCO; BETTIOL, 2000, p.602-606, BENATO et al., 2002, p.299-304, CARRÉ et al.,
2002, p.91-91, MOREIRA et al., 2002 p.395-398).
Alves et al. (2002, p.74-74) e Alves et al. (2007, 343p.) relataram a eficiência dos
monoterpenos citral, citronelal e dos óleos essenciais das plantas Cymbopogon citatrus (D.C.)
Stapf., C. nardus Rendl. e Eucalyptus citriodora Hooker no controle in vitro da germinação de
conídios e do crescimento micelial de C. musae.
O uso de extratos de plantas tem-se mostrado promissor na prática de controle de
fitopatógenos em diversas culturas, por exemplo o uso de extratos de Solanum torvum L. no
controle de Colletotrichum musae em banana (THANGAVELU et al., 2004, p.664-668), de
óleo de soja no controle da antracnose em manga (JUNQUEIRA et al., 2004, p.222-225), de
extratos de Lafoensia pacari St. Hil. no controle de Corynespora cassiicola (Berk & Curtis)
Wei em plantas de acerola (NARUZAWA et al., 2005, p.92-92) e extratos de Lafoensia pacari
St. Hil. no controle de Corynespora cassiicola e Colletotrichum gloeosporioides isolados de
19
acerola. Os extratos de flores e de folhas proporcionaram maior efeito fungitóxico aos
fitopatógenos estudados (PEREIRA, 2007, 46p.).
Bacchi et al. (2004, 223p.) relataram em ensaio in vitro a atividade antifúngica de
extrato aquoso de melão-de-são-caetano sobre Cercospora calendulae.
Celoto (2005, 73p.) demonstrou que as diferentes concentrações de extratos de melão-
de-são-caetano apresentaram atividade antifúngica sobre Colletotrichum musae em todos os
ensaios in vitro e in vivo realizados. Além disso, as inibições do crescimento micelial
ocorreram significativamente mais na fase líquida do que na sólida. Também constatou ação
protetora contra a antracnose em banana.
Os extratos vegetais de estragão (Artemisia draconculus), tomilho (Thymus vulgaris),
menta citrata (Mentha piperita var. citrata), manjericão roxo (Ocimum basilicum L.) e
canelinha (Croton spp.), mesmo em concentrações baixas, foram capazes de controlar os
microorganismos Fusarium moniliforme e Colletotrichum musae em frutos da bananeira
(SILVA et al., 2006, versão eletrônica).
Considerando-se a diversidade de compostos orgânicos presentes nas plantas de pacari
e melão-de-são-caetano, e com o intuito de se encontrar novas substâncias com ação
antifúngicas, realizou-se este trabalho com os objetivos de se avaliar o efeito da secagem das
plantas em estufa e ao sol, sobre a qualidade do extrato utilizado, determinar a atividade
antifúngica in vitro e in vivo de extratos de pacari e melão-de-são-caetano sobre o crescimento
micelial e germinação de esporos de Colletotrichum musae, bem como avaliar o efeito destes
extratos no desenvolvimento de lesões de antracnose em bananas.
20
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Antracnose e sintomatologia
A cultura da bananeira apresenta doenças tanto em pré como em pós-colheita. Uma
doença importante em pós-colheita é a antracnose, causada pelo fungo Colletotrichum musae
(Berk. & Curtis) von Arx. (Teleomorfo: Glomerella musarum Petch). Normalmente nenhuma
lesão se desenvolve em frutos verdes no campo, vindo se manifestar somente no período de
transporte e maturação dos frutos (CORDEIRO; MATOS; KIMATI, 2005, p.99-117).
A germinação dos conídios depositados sobre frutos ainda verdes no campo ocorre em
presença de um filme de água e alta temperatura. A penetração ocorre após 24-72 horas, mas a
infecção permanece quiescente até o início da maturação dos frutos (quando se eleva a
quantidade de etileno) dando início ao desenvolvimento das lesões (CORDEIRO; KIMATI,
1997, p.112-136).
A doença em frutos de bananeira é comumente conhecida como antracnose e os
sintomas incluem típicas lesões escurecidas e deprimidas, semicirculares ou angulares e
desenvolvimento de massas de esporos rosa erumpentes. Com o progresso da doença, as
lesões aumentam de tamanho, podendo coalescer. Geralmente, a polpa não é afetada, exceto
21
em condições de altas temperaturas ou quando ultrapassa o ponto ótimo de maturação
(CORDEIRO, 1999, p.387-388) (Figura 1).
Figura 01. Sintomas da antracnose, em banana, causado pelo fungo Colletotrichum musae.
Ilha Solteira, SP. 2008.
Perdas ocorrem pelos efeitos da doença em diferentes estágios da planta, desde o
estabelecimento e durante o crescimento vegetativo, por meio da perda das inflorescências e
queda prematura dos frutos da bananeira, redução de área fotossintética, alterações na
fisiologia da planta e perdas pós-colheita, devido ao fenômeno da infecção latente ou
quiescente (BAILEY et al., 1992, p.88-120).
O patógeno associado a essa doença vem aderido à superfície do ferimento durante o
beneficiamento das bananas. O problema é mais grave em frutos que passam por períodos de
transporte superiores a dez dias (ALVES, 1999, 585p.).
A doença de antracnose em banana é um problema importante tanto em pré-colheita,
porque parte da infecção ocorre em frutos verdes no campo, permanecendo quiescente até o
inicio da maturação, como em pós-colheita, pois a infecção quiescente vai se manifestar
durante o período de transporte e maturação dos frutos (CORDEIRO; MATOS; KIMATI,
2005, p.99-117).
Foto: SILVA, M. F., 2008
22
As medidas de controle devem ter início ainda no campo, eliminando-se folhas velhas,
brácteas, e restos florais, que são locais de fonte de inóculo (CORDEIRO; MATOS; KIMATI,
2005, p.99-117).
Dentro do fator microbiológico, inúmeros organismos (fungos, bactérias, nematóides e
vírus) prejudicam o desenvolvimento da bananeira merecendo destaque na pós-colheita o
fungo Colletotrichum musae (Berk & Curtis) von Arx., agente causal da antracnose em
bananas, o qual prejudica a comercialização e o consumo in natura, podendo ocasionar danos
de até 40 % da produção (PESSOA et al., 2006, p.539-553).
Os conídios quando depositados sobre frutos verdes no campo, em presença de filme
de água, germinam e formam apressório dentro de quatro horas. A penetração ocorre entre 24
a 72 horas e, após isso os sintomas só aparecem na época de maturação dos frutos
(CORDEIRO; MATOS; KIMATI, 2005, p.99-117).
A doença antracnose é uma das mais importante na bananeira pois pode ocorrer tanto
na fase de pré-colheita como na pós-colheita. As lesões podem ocorrer de duas formas, em
frutos ainda verdes (pré-colheita), permanecendo assim latentes até a sua maturação ou
decorrente de ferimentos na superfície dos frutos (pós) resultanto em lesões não latente
(CORDEIRO; MATOS 2003, p.323-390).
2.2 Etiologia
A temperatura ótima para o crescimento e esporulação do fungo se encontra entre 27 e
30º C, não havendo crescimento abaixo de 15º C. Condições de alta umidade relativa
favorecem o desenvolvimento do fungo, pois é importante para a esporulação. A umidade,
mais precisamente os respingos de chuva, é importante para a liberação e disseminação dos
esporos. Esporos já liberados de peritécios podem ser disseminados pelo vento. Antracnose
ocorre em todos os países produtores de banana. Épocas de alta umidade e alta temperatura
favorecem o crescimento e disseminação do fungo (VALE; ZAMBOLIM, 1997, 1131p.).
Pessoa et al. (2006, p.539-553) estudaram temperaturas e períodos de molhamento no
desenvolvimento de lesões sobre a banana. Os autores verificaram que as temperaturas em
23
torno de 20 a 30º C proporcionaram maiores lesões, sendo estas reduzidas à medida que a
temperatura diminuía para os isolados testados.
2.3 Manejo da Antracnose
O controle da antracnose em bananeira, deve iniciar ainda no campo, com boas
práticas culturais. Na fase de colheita e pós-colheita todos os cuidados devem ser tomados no
sentido de evitar ferimentos nos frutos, que são a principal via de penetração do patógeno.
Outras práticas devem incluir: cobertura do cacho com saco de polietileno perfurado,
preferencialmente antes da abertura das pencas; limpeza e desinfestação dos tanques de
despencamento e renovação periódica da água dos tanques. As práticas de despencamento,
lavagem e embalagem devem ser executadas com manuseio extremamente cuidadoso dos
frutos e medidas rigorosas de assepsia (CORDEIRO; MATOS; KIMATI, 2005, p.99-117).
Mudanças nos frutos após a colheita não podem ser impedidas, somente controladas.
Os modernos sistemas de embalagens e transportes em condições refrigeradas têm
contribuído decisivamente para a redução dos problemas com C. musae (CORDEIRO,
MATOS; KIMATI, 2005, p.99-117).
Em último caso, o controle químico pode ser feito por imersão ou por atomização dos
frutos. Os seguintes princípios ativdos têm sido utilizados: Thiabendazol (Tecto 60, TBZ,
Mertect, Termazol) e Tiofanato metílico (Cercobin M-70, Cycosin, Topsin M). As dosagens
recomendadas variam de 200 a 400 mg/L do ingrediente ativo, dependendo da distância do
mercado consumidor. Vale salientar que esta recomendação é válida também para o controle
da podridão-da-coroa (CORDEIRO, 2003, versão eletrônica).
Os fungicidas mais indicados para o controle de antracnose são sistêmicos. Os
fungicidas sistêmicos coexistem com as células da planta hospedeira viva, requerendo,
portanto, um tipo diferente de seletividade, que deve discriminar as células do hospedeiro e do
patógeno. Os fungicidas sistêmicos penetram na planta e são tóxicos, seletivamente, aos
processos vitais do fungo (ZAMBOLIM et al., 2003, p.275-313).
O fungicida tiofanato metílico pertence ao grupo dos benzimidazoles, de amplo
espectro de ação, de excelente sistemicidade e eficiente no controle das principais doenças de
24
plantas. É um produto que atua sobre o patógeno já estabelecido, impedindo a divisão celular
na mitose (PICININI, 1994, p.357-409).
O uso indiscriminado de fungicidas pelos agricultores, pode selecionar fitopatógenos
resistentes ao produto químico. É essencial a busca por novos fungicidas naturais, que sejam
eficazes no controle da doença e que não contaminem o homem nem o meio ambiente.
No Brasil da década de 80 até hoje, são poucos os relatos de fungos resistentes a
fungicidas. A grande maioria dos exemplos ocorreu com o fungicida benomyl (Benlate),
tornando proibido seu uso desde então. Dentre os fungos resistentes ao benomyl encontram-se:
Colletotrichum, Botritys cinera, espécies de Cercospora, atuando em culturas como alface,
cebola, banana (ZAMBOLIM et al., 2003, p.275-313). Apenas os fungicidas Thiabendazole,
tiofanato metílico e imazalil
são registrados para o controle da antracnose em banana
(FANCELI, 2003, versão eletrônica).
Têm-se discutido medidas de controle alternativas e a importância de resistência da
antracnose em plantações de Guadalupe, onde isolados de C. musae apresentaram resistência a
tratamentos de thiabendazole em pós-colheita nas concentrações de 1-5 µg/ml e não sendo
satisfatoriamente controlados pelo produto (BELLAIRE; DUBOIS, 1997, p.1378–1383).
2.4 Banana – variedade Nanicão
A cultivar Nanicão é uma mutação do cultivar Nanica que ocorreu no Estado de São
Paulo, sendo hoje o cultivar mais plantado no Estado, dominando o mercado interno e o de
exportação. Apresenta porte que varia entre 3,00-3,50 metros, pseudocaule e folhas com a
mesma coloração da Nanica e roseta foliar mais descompactada. O seu cacho apresenta de 11
a 13 pencas (Figura 02), com a polpa ligeiramente amarelo-dourada de melhor paladar e
aroma. Cada fruto é cilíndrico, de porte médio a grande, cada cacho pesa de 25-50 kg, com 16-
34 frutos por penca (MOREIRA; SAES, 1984, p.220-236).
25
Figura 02. Cacho de banana var. Nanicão. PAS, Ilha Solteira, SP. 2008.
O cultivar apresenta ciclo vegetativo de 11-13 meses, sendo que do plantio ao
florescimento transcorrem de 7,5 a 8,5 meses, e do florescimento à colheita de 3,5 a 4,5 meses.
Esse cultivar também é suscetível ao Colletotrichum musae (CORDEIRO; MATOS; KIMATI,
2005, p.99-117).
A colheita e o transporte das bananas devem ser feitos por pessoas treinadas, e o
manuseio deve ser cuidadoso, evitando contato com superfície dura e rígida, impedindo o
aparecimento de lesões, porta aberta para entrada de patógenos e posterior deterioração do
cacho, causando prejuízos na comercialização (MANICA, 1997, 485p.).
As perdas causadas por injúrias mecânicas são freqüentemente negligenciadas, e, no
caso da banana, as injúrias não são aparentes no fruto verde, porém, são bastante visíveis após
o amadurecimento, através de sintomas como dessecação, descoloração e ataque de patógenos,
promovendo a desqualificação ou perda total do produto maduro (CHITARRA; CHITARRA,
1990, 320p.).
Foto: SILVA
,
M. F.
,
2008
26
2.5 O Projeto Agrícola Social – PAS
Segundo o jornal (2007, A voz do povo, transcrito) a estância turística de Ilha Solteira
por meio da Diretoria Municipal de Bem-Estar Social implantou o Projeto Agrícola Social –
PAS (Recreando Esperança), em 10 de outubro de 1995. Atende adolescentes de ambos os
sexos e a princípio trabalhando com frangos de corte. As coordenadas geográficas são
20
0
24´58” de latitude sul e 51
0
21´18” longitude oeste, altitude média de 316m (Figura 03).
Figura 03. Localização do Projeto Agrícola Social no município de Ilha Solteira. Ilha Solteira,
SP. 2008.
Uma parceria entre os departamento municipais de Bem-Estar Social e de
Agronegócios, Pesca e Meio Ambiente, garantiu o plantio de 900 pés de bananas no Projeto
Agrícola Social (PAS), em 1995. O objetivo é garantir mais recursos para os adolescentes
atendidos pelo programa. “As mudas foram plantadas há cerca de um mês (1995), e os pés de
bananas estão em plena produção em 2008 (Figura 04). A Prefeitura deve comprar toda a
produção, distribuindo-a na merenda escolar”, disse Johny Caero, técnico agrícola do PAS
(2007, A voz do povo, transcrito).
27
Figura 04. Vista parcial do bananal. Projeto PAS. Ilha Solteira, SP. 2008.
O cultivo da banana vem tendo participação ativa dos adolescentes atendidos pelo
programa, que vem acompanhando a produção desde o plantio. “Isso (o plantio de bananas) é
uma terapia. Ocupa o tempo dos adolescentes. Não há a intenção de transformar ninguém em
agricultor. Isso é apenas uma ferramenta na formação do cidadão”, explica Caero. A banana
deve ser o carro chefe do programa, que já produz frangos, ovos, hortaliças, quiabo, berinjela,
abóbora, beterraba, repolho, couve, maracujá e mamão. A expectativa é que os pés produzam
até três vezes ao ano. A plantação, que é totalmente irrigada por um sistema de micro
aspersão, é supervisionada pelos adolescentes (2007, A voz do povo, transcrito).
Hoje o projeto conta com a participação do técnico agrícola Robson Dourado. Têm-se
firmado várias parcerias entre o projeto e a FE-Unesp de Ilha Solteira. Entre elas estão à
instalação de um projeto de poedeiras, onde os adolescentes têm a supervisão de alunos
estagiários do curso de Zootecnia e do Drº Antonio Carlos de Laurentiz. Além disso, os
adolescentes também são assistidos por alunos dos cursos de Matemática e Física da Unesp
(2007, A voz do povo, transcrito).
O projeto tem o objetivo de produzir banana em larga escala, empregando alta
tecnologia e permitindo principalmente, o comércio do fruto in natura para o município e
Foto: SILVA
,
M. F.
,
2008
28
região. Além disso, mudas serão produzidas para abastecer pequenos produtores do Cinturão
Verde. O programa teve início em outubro de 2007, com o plantio de 900 mudas produzidas
em laboratório e adquiridas pelo município. A variedade escolhida foi o Nanicão, pela alta
produtividade. O projeto é considerado ecologicamente correto, visto que é utilizado apenas
adubo orgânico, tornando-o uma lavoura de baixo custo (2007, A voz do povo, transcrito).
2.6 Melão-de-são-caetano – Momordica charantia
A planta Momordica charantia, da família Cucurbitaceae é conhecida por melãozinho,
erva-de-são-caetano, erva-de-lavadeira, fruto-de-cobra, fruto-de-negro e erva-de-são-vicente.
É uma planta daninha trepadeira, anual, herbácea, muito ramificada, com caules verde e
pubescentes, medindo 2-3 m de comprimento, com reprodução por sementes. As folhas são
simples e alternas, membranáceas, com 5-7 lobos ovalado-oblongos, longo pecioladas, face
superior levemente pubescente e a inferior mais densamente pilosa ao longo das nervuras
(LORENZI, 1991, 440p.).
É originária da África, é espécie pantropical, bastante freqüente em pomares, cafezais,
cercas, alambrados, pastagens e terrenos baldios (BRASIL, 2006, versão eletrônica) (Figura
05).
Figura 05. Folhas, flores e fruto de Momordica charantia L. Ilha Solteira, SP. 2008.
Foto: SILVA
,
M. F.
,
2008
29
A planta apresenta propriedades medicinais como anti-helmíntica, purgativa, emêto-
catártica, anti-reumática, resolutiva, anti-carbunculosa e antileucorréica. O suco das folhas é
indicado contra sarna. A infusão das folhas é indicado nas menstruações difíceis e nas cólicas
produzidas por vermes. A infusão do fruto maduro é usada contra hemorróidas. A polpa do
furto é útil contra tumores, furúnculos e carbúnculos. Usada também contra morféia, eczemas
e cravos (LORENZI, 1991, 440p.) e seus frutos são comestíveis (BRASIL, 2006, versão
eletrônica).
No extrato de uma ou mais partes da planta (sementes, folhas, haste, raiz ou frutos) de
M. charantia, foram encontrados substâncias bioativas como a momordicina (alcalóide),
momordicripina e ácido momórdico, flavanóides, saponinas, glicosídeos, açucares redutores,
resinas, constituintes fenólicos, óleos fixado e ácidos livres, além de b-alanina, fenilalanina, b-
amirina, arginina, lignano-calceolariosídeo, a-caroteno epóxido, b-caroteno, esteróide-
charantina, criptoxantina, triterpenos-momordicina, taraxerol, momorcharisídeos A e B,
diosgenina, p-cimeno, ácido gentísico, momordica charantia lectina, momordica aglutinina,
fator citostático de momordica, inibidor de tripsina momordica, neroldiol, V-insulina, P-
insulina, b-sitosterol, derivados de stigmasterol, 5-hidroxitriptamina, verbascócido, vicina e o
alcalóide zeatina. No fruto encontram-se polissacarídeos (com 16% de ácido galacturônico).
Nas sementes, há os aminoácidos ácido glutâmico e glicina. Na dosagem indicada (até 20g de
folhas e flores em um litro de água) não é tóxico ao homem, não deve ser consumido em
excesso (BRASIL, 2006, versão eletrônica, SOLON et al., 2000, p.173-178).
A reprodução é exclusivamente por sementes, ocorrendo com freqüência em terrenos
baldios e áreas de cultura. Demonstra preferência por solos argilosos e férteis (LEITÃO
FILHO, 1982, 291p.).
2.7 Pacari - Lafoensia pacari
A planta Lafoensia pacari, da família Lythraceae
é conhecida como dedaleiro, pacari
ou pacuri. É encontrada nas florestas de altitude e no cerrado dos estados de MG, SP, MS até
SC. A planta chega a altura de 15-25 m, com diâmetro de tronco de 0,30 a 0,60 m, com casca
30
escura profundamente fissurada. Folhas simples, opostas, curto-pecioladas ou sésseis,
coriáceas, de 0,08 a 0,15 m de comprimento, com ápice obtuso provido de uma glândula. As
flores são reunidas em panícula terminal umbeliforme de 3-30 cm de comprimento. As flores
possuem cheiro desagradável, sendo estas polinizadas por morcegos (quiropterofilia) atraídos
pelo mau cheiro. A floração ocorre outubro a fevereiro. Os frutos são secos, indeiscentes (não
se abrem ao atingir a maturidade), de coloração castanho-escura, medem de 4-8 cm de
comprimento. Sua madeira é utilizada para obras internas e externas, marcenaria, tacos para
assoalhos, confecção de cabos de ferramentas e moirões, na construção civil e tabuado em
geral, também pode-se usá-la para paisagismo, devido suas características ornamentais
(LORENZI, 1992, 352p.) (Figura 06).
Figura 06. Árvore Lafoensia pacari St. Hil. no cerrado (Fazenda de Ensino e Extensão- FE-
Unesp), Selvíria, MS. 2007.
De acordo com Pires et al. (2006, versão eletrônica), Lafoensia pacari é muito
utilizada na medicina popular da região do cerrado como antiúlcera e febrífuga. O decocto da
casca do caule e folhas do pacari é utilizado na medicina popular como cicatrizantes,
Foto: SILVA, M. F., 2007
31
conforme levantamento etnobotânico sobre o uso de plantas medicinais do cerrado pela
população da cidade de Mossâmedes, GO (VILA VERDE et al., 2003, p.64-66).
Um composto polifenólico de reconhecido potencial antioxidante é o acido elágico,
abundante em arbustos do cerrado e pantanal como Lafoensia pacari (GIL, 2005, p.85-88;
(SOLON, 2000, p.173-8).
No que se refere à fitoquímica de L. pacari, a literatura científica aponta somente
estudos sobre a casca e folha. Salatino et al. (2000, p.931-940) e Santos, Salatino e Salatino
(2000, p.487-488) registram a presença de quercetina, 3-O-glucosídeo e 3-O-glucosil-
glucosídeo de caempferol em folhas de pacari.
2.8 Uso de extratos Vegetais no Controle de Fitopatógenos
Os produtos naturais são utilizados pela humanidade desde tempos imemoriais. A
busca por alívio e cura de doenças pela ingestão de ervas e folhas talvez tenham sido uma das
primeiras formas de utilização dos produtos naturais. A história do desenvolvimento das
civilizações Oriental e Ocidental é rica em exemplos da utilização de recursos naturais na
medicina, no controle de pragas e em mecanismos de defesa, merecendo destaque a
civilização Egípcia, Greco-romana e Chinesa. A medicina tradicional chinesa desenvolveu-se
com tal grandiosidade e eficiência que até hoje muitas espécies e preparados vegetais
medicinais são estudados na busca pelo entendimento de seu mecanismo de ação e no
isolamento dos seus princípios ativos (VIEGAS JUNIOR et al., 2006, p.326-337).
A natureza, de forma geral, tem produzido a maioria das substâncias orgânicas
conhecidas. A fantástica variedade e complexidade de metabólitos especiais biossintetizados
pelas plantas ter-se-iam formado e evoluído como mecanismo de defesa desses vegetais às
condições ambientais ricas em microrganismos, insetos, animais e, também, às condições de
adaptação e regulação (MONTANARI; BOLZANI, 2001, p.105-111).
No contexto da evolução das plantas terrestres, estima-se, atualmente, que cerca de
500.000 espécies ocupam todo o planeta, sendo que, 50% são constituídas pelas angiospermas.
No auge desse processo evolutivo, as angiospermas alcançaram, sem dúvida, um
32
desenvolvimento ímpar, dada a ocorrência de micromoléculas distintas e complexas, com
vários centros estereogênicos; possivelmente, devido a essas características, sejam-lhes
atribuídas inúmeras finalidades alelopáticas e biológicas (MONTANARI; BOLZANI, 2001,
p.105-111).
Desta forma, as plantas constituem-se num enorme laboratório de síntese orgânica,
fruto de milhões de anos de evolução e adaptação sobre a terra (MONTANARI; BOLZANI,
2001, p.105-111).
As plantas são de uma fonte extremamente rica de diversos compostos orgânicos com
propriedades antifúngicas. Estes compostos são usualmente lipofílicos e se agrupam
principalmente em alcalóides, coumarinas e isocoumarinas, fenóis simples, flavonóides e
isoflavonóides, glicosídeos, saponinas, taninos, triterpenos, sesquiterpenos e furanoterpenos
(HERNÁNDEZ, 1996, p.1-59).
Três plantas da família Asteraceae (Compositae) se destacam por sua atividade contra
espécies de fungos, por exemplo, inibe o crescimento micelial do mofo-azul Penicillium
italicum), Ageratum conyzoides, Artemísia cappilaris e Matricaria recutita (HERNÁNDEZ,
1996, p.1-59).
O uso de extratos de plantas tem-se mostrado promissor na prática de controle
alternativo aos químicos. As diferentes concentrações de extratos de melão-de-são-caetano
apresentaram atividade antifúngica sobre Colletotrichum musae em todos os ensaios in vitro e
in vivo realizados, bem como as maiores inibições do crescimento micelial do fungo que na
forma sólida. Também apresentou ação protetora contra a antracnose em banana (CELOTO,
2005, 73p.).
Os extratos aquosos das flores frescas de Spathodea campanulata reduziram
significativamente, por sete dias, a ação do fungo Uromyces appendiculatus em feijão. As
plantas Beta vulgaris (flavonóides ativos) e Cinnnamomum zeylanicum (triterpenóides ativos)
possuem ação em sete espécies de fungos basidiomicetos e deuteromicetos (HERNÁNDEZ,
1996, p.1-59).
Constatou-se que o extrato metanólico apresentou uma tendência à redução de 32%
contra o B. sorokiniana, ao passo que o extrato hexânio foi eficaz para ambos os
33
fitopatógenos, apresentando uma tendência à redução de 49% sobre o B. sorokiniana e 18%
sobre C. gloeosporioides (AMORIM et al., 2004, p. 316-324).
Apesar do conteúdo dos princípios ativos nas folhas de nim serem menores que nos
frutos, resultados demonstraram que a incorporação direta de folhas frescas ou secas, como
adubo orgânico, pode reduzir a população de fungos no solo. Em sementes de algodão, o
extrato da folha de nim não afetou o crescimento de Aspergillus flavus, porém bloqueou a
produção de aflatoxina (CIOCIOLA JUNIOR; MARTINEZ, 2002, 24p.).
Os extratos de folhas de pacari apresentam substância ou substâncias antifúngicas a
Corynespora cassiicola e Colletotrichum gloeosporioides isolados da acerola (NARUZAWA,
2005, 46p.). Foi verificada a atividade antifúngica de extrato etanólico de folhas da planta
pacari à dermatófitos (SOUSA et al., 2002, p.247-249).
O extrato aquoso bruto in vitro da entrecasca de Lafoensia pacari não mostrou
atividade antimicrobiana relevante frente a cepas de Staphylococcus aureus (ATCC 25923),
microorganismo versátil, responsável por ocasionar bacteremias, endocardite, pneumonia,
choque séptico entre outras doenças e Escherichia coli (ATCC 25922), uma enterobactéria
que vive normalmente no intestino de pessoas e animais, mas que pode causar doenças entre
elas meningites, infecções pós-cirúrgicas, infecções do trato urinário e infecções intestinais
graves (CEDRO, 2005, versão eletrônica). Extratos de folhas de Lafoensia pacari
apresentaram-se altamente ativos contra a bactéria gram negativa Pseudomonas aeruginosa
(Schroeter) Migula (ALVES et al., 2000, p.367-373).
A avaliação do extrato macerado de melão-de-são-caetano in vitro apresentou 100% de
mortalidade de juvenis de Meloidogyne incognita (fitonematóide de galha em tomateiro). A
atividade nematicida já havia sido registrada por Mohmood et al. (1979), segundo DIAS et al.
(2000, p.203-210).
34
3. MATERIAL E MÉTODOS
O presente trabalho foi desenvolvido no Laboratório de Microbiologia e Fitopatologia,
da Faculdade de Engenharia, da Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”,
UNESP - Campus de Ilha Solteira/SP, no período de julho de 2006 a novembro de 2008.
Foram realizados testes in vitro e in vivo, visando verificar o efeito dos extratos
vegetais aquosos e hidroetanólico de pacari e melão-de-são-caetano, secos em estufa e ao sol,
e do fungicida tiofanato metílico (Cercobim) sobre Colletotrichum musae.
Para os testes in vivo, utilizaram-se bananas da variedade Nanicão com e sem
ferimento, e com e sem inoculação do Projeto Agrícola Social (PAS), no município de Ilha
Solteira/SP.
Os ensaios contemplaram também a caracterização dos extratos em relação à coloração
e aspecto, pH, rendimento dos extratos e rendimento da massa seca em relação a massa verde.
3.1. Coleta do Material Vegetal
Os materiais (folhas e ramos) de melão-de-são-caetano (MSC) foram coletados no
Cinturão Verde (Projeto de Reassentamento), no município de Ilha Solteira/SP, com
coordenadas geográficas de 20
0
22´ de latitude sul e 51
0
22´ de longitude oeste e com altitude
média de 335 m, sendo o clima da região do tipo AW segundo a classificação de Köppen,
definido como tropical úmido, com estação chuvosa no verão e seca no inverno, apresentando
35
temperatura média anual de 24
0
C, precipitação média anual de 1.232 mm e umidade relativa
média anual de 64,8% (HERNANDEZ et al. 2001).
As coletas de folhas de pacari (PAC) foram realizadas na cidade de Selvíria – MS, em
área de cerrado, com coordenadas geográficas de 20
0
25´16” Sul de latitude sul e 51
0
20´43”
oeste, com altitude média de 335 m, apresentando temperatura média anual de 24,5
0
C,
precipitação média anual de 1.370 mm e umidade relativa média anual de 65%
(HERNANDEZ et al. 2001).
O material coletado de melão-de-são-caetano excluindo-se as flores e frutos, e as
folhas de pacari foram acondicionados em sacos plásticos, separados e levados para o
laboratório. Procedeceu-se a lavagem separadamente de ambos os materiais em água corrente,
seguido de desinfestação por 20 minutos em solução a base de hipoclorito de sódio (2% de
cloro ativo) com a finalidade de eliminar microrganismos presentes na superfície das plantas.
Em seguida, os materiais foram submetidos a duas lavagens em água destilada, para
retirada do excesso da solução de hipoclorito e deixado sobre papel toalha por 48 horas,
eliminando o excesso de umidade, em ambiente de Laboratório. Estes materiais foram
acondicionados em sacos de papel, identificados e levados a estufa com circulação forçada de
ar por 96 horas a 45
0
C, sendo após esse período submetidos ao processo de moagem em
moinho de facas.
O material foi acondicionado em saco plástico escuro, identificado e mantido em
ambiente refrigerado a 8
0
C até o momento da obtenção dos extratos aquoso e hidroetanólico.
Foi adotado também outro procedimento para a secagem dos materiais vegetais. Em
local com piso de cimento foi colocado um filme plástico preto, sobre este uma camada de
folhas de jornal, a qual foi coberta com uma camada de papel toalha, foram depositados os
materiais vegetais e mantidos ao sol, por 96 horas.
Após esse período, os materiais vegetais secos foram triturados em liqüidificador
caseiro, acondicionados em sacos de papel e colocados sob refrigeração a 8
0
C até o momento
do preparo dos extratos.
36
3.2 Preparo dos Extratos
Foram utilizados 20g do material vegetal moído e 80 g de solvente para a obtenção dos
extratos.
No preparo do extrato aquoso, em um béquer foi adicionado ao material seco e moído,
água destilada fervente, permanecendo em contato por duas horas (em repouso) em ambiente
de laboratório. Após este período, a mistura foi filtrada em funil, contendo uma porção de
algodão como elemento filtrante, conectado a uma bomba de vácuo. O líquido obtido foi
acondicionado em vidro âmbar e mantido em refrigerador a 8
0
C, até o momento da utilização
(24 horas).
Para a obtenção do extrato hidroetanólico, ao material vegetal seco e moído foram
vertidos uma solução hidroetanólica (etanol a 70%), submetendo-se esta mistura a turbólise
por oito minutos, em dois tempos de quatro minutos, com intervalo de três minutos. Após,
realizou-se a filtragem como utilizado para o extrato aquoso. Com a finalidade de se evitar a
interferência da ação do álcool presente no extrato hidroetanólico, este foi evaporado, em
banho-maria a 45
0
C, até restar um líquido viscoso, ao qual se adicionou água destilada até a
obtenção do volume inicial do extrato, medido em proveta (ressuspensão). Assim, o extrato foi
acondicionado de modo semelhante ao utilizado para o extrato aquoso.
3.3 Isolados de Colletotrichum musae
Foi utilizado um isolado de Colletotrichum musae, obtido da Micoteca do Laboratório
de Microbiologia e Fitopatologia, da FE/UNESP, que estava preservado pelo método de
Castellani (1939, p.225). Para a realização dos experimentos de crescimento micelial, o fungo
foi cultivado em placas de Petri contendo BDA (Batata-Dextrose-Ágar), as quais foram
mantidas em estufa incubadora a 25
0
C sob fotoperíodo de 12 h, por seis dias.
Em meios sólidos, contendo BDA acrescido, individualmente, de cada extrato, discos
de BDA de 5 mm de diâmetro, contendo colônia pura do fungo, foram transferidos no centro
37
das placas de Petri, as quais foram mantidas em estufa incubadora a 25
0
C, durante seis dias,
sob fotoperíodo de 12 horas.
A suspensão de esporos do fungo foi preparada acrescentando-se 10 ML de água
destilada na superfície da colônia e com auxílio de um pincel procurou-se liberar os esporos. A
suspensão foi filtrada em dupla camada de gaze e, com o auxílio de hemacitômetro calibrou-se
a suspensão na concentração de 2x10
5
esporos.mL
-1
.
3.4 Preparo do fungicida
Para efeito de comparação da eficiência dos extratos nos ensaios de crescimento
micelial e germinação de esporos foi incluído o fungicida tiofanato metílico, sendo utilizado
nas concentrações de 1, 10, 100 e 1000 µg.ML
-1
. Nos ensaios in vivo foi utilizada a
concentração de 1000 µg.ML
-1
do fungicida. O fungicida foi adicionado ao meio de BDA,
após a esterilização do mesmo. O tratamento testemunha consistiu somente do meio BDA, no
ensaio de crescimento micelial e apenas água destilada e esterilizada no ensaio de germinação
de esporos.
3.5 Ensaios
3.5.1 Ensaio in vitro Efeito de extratos de melão-de-são-caetano e pacari sobre o
crescimento micelial
de Colletotrichum musae em meio BDA
Os tratamentos de extratos utilizados foram os extratos hidroetanólico e aquoso
de melão-de-são-caetano e pacari, o fungicida e a testemunha (somente água destilada).
Discos de BDA + C. musae, preparados como mencionado anteriormente, foram
transferidos para placas de Petri contendo BDA e o extrato, e estes foram mantidos em estufa
a 25
0
C. As avaliações foram iniciadas após 48 horas de incubação, perdurando por seis dias,
ou seja, até o momento em que as colônias fúngicas do tratamento testemunha atingiram toda
38
a superfície do meio BDA. O parâmetro avaliado consistiu na determinação do diâmetro da
colônia fúngica em duas posições perpendiculares entre si.
O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado,
constituído de 37 tratamentos. Quanto aos tratamentos à combinação deve-se aos dois modos
de preparo dos extratos (seco em estufa e ao sol), duas plantas (melão-de-são-caetano e
pacari), dois tipos de extratos (aquoso e hidroetanólico), quatro concentrações de extrato (5;
12,5; 25 e 50% em relação ao volume), da testemunha e do fungicida (nas concentrações de 1,
10, 100 e 1000 µg.ML
-1
), e quatro repetições, sendo cada parcela (repetição) representada por
uma placa de Petri.
3.5.2. Ensaio in vitro: Efeito de extratos de melão-de-são-caetano e pacari sobre a
germinação de esporos de Colletotrichum musae
No ensaio de determinação do efeito dos extratos sobre a germinação de esporos, foi
preparada uma suspensão de esporos como a utilizada por Celoto et al. (2008, p.1-5).
Misturaram-se 2,5 ML da suspensão de esporos e alíquotas do extrato de modo a obter as
concentrações desejadas. Gotas desta mistura foram depositadas em lâminas de vidro
escavadas e esterilizadas, contendo uma célula por lâmina, conforme Celoto (2008, p.1-5).
Como testemunha foi empregada a água destilada e esterilizada, contendo 2x10
5
esporos.ML
-1
. As lâminas contendo os tratamentos e a suspensão de esporos foram
acondicionadas em placas de Petri, as quais receberam, no fundo, um disco de papel de filtro
umedecido em água destilada esterilizada e bastão de vidro, para sustentar as lâminas.
O conjunto, placas de Petri contendo as lâminas de vidro, foi mantido em estufa a 25ºC
sob fotoperíodo de 12 horas de claro. Ao término deste período, colocou-se uma gota de
lactofenol em cada célula da lâmina de vidro, para que a germinação dos esporos fosse
interrompida. Em microscópio ótico, realizou-se a contagem de 100 esporos em cada célula,
separando-se os esporos em germinados e não-germinados. Como esporo germinado
considerou-se o esporo que apresentou tubo germinativo igual ou maior que sua largura.
39
O delineamento experimental utilizado foi o inteiramente casualizado, constituído de
37 tratamentos. Quanto aos tratamentos à combinação deve-se aos dois modos de preparo dos
extratos (seco em estufa e ao sol), duas plantas (melão-de-são-caetano e pacari), dois tipos de
extratos (aquoso e hidroetanólico), quatro concentrações de extrato (5; 12,5; 25 e 50% em
relação ao volume), da testemunha e do fungicida (nas concentrações de 1, 10, 100 e 1000
µg.ML
-1
), e oito repetições, sendo cada parcela (repetição) representada por duas lâminas de
vidro escavadas.
3.5.3. Ensaio in vivo: Efeito da aplicação de extratos de melão-de-são-caetano e pacari
na inibição de Colletotrichum musae em frutos de banana, sob condições de campo
Nos ensaios envolvendo frutos foi utilizada uma área cultivada com bananeira, da
variedade Nanicão, do Projeto Agrícola Social (PAS), no município de Ilha Solteira/SP.
Foram realizados dois ensaios in vivo para testar os efeitos dos extratos de pacari
(PAC) e de melão-de-são-caetano (MSC) no desenvolvimento da lesão de antracnose em
banana. Em um dos ensaios foram selecionados cachos de banana, aos 40 dias antes da
colheita, e esses foram pulverizados aos 40 e 20 dias antes da colheita e no dia da colheita (dia
zero) com os extratos de PAC e MSC nas concentrações de 50 e 100% em relação ao volume,
obtidos dos materiais secos em estufa, tiofanato metílico na concentração de 1000 µg.ML
-1
e o
tratamento testemunha.
A pulverização foi realizada com pulverizador manual. Não foi feita inoculação de C.
musae nos frutos, permitindo o surgimento natural de lesões de antracnose, na hipótese de
infecção nas bananas pelo fungo no campo.
No dia da colheita, os cachos foram pulverizados e após duas horas de secagem, foram
despencados, e selecionadas a primeira penca, uma do meio e a última, que foram levadas e
mantidas em condições de laboratório (25± 3
0
C), por 11 dias, sobre papel toalha dispostos
inteiramente casualizados.
As avaliações iniciaram após 48 horas e perduraram até a maturação dos frutos (11 dias
após a instalação do ensaio), Os parâmetros avaliados foram: determinação do diâmetro (duas
40
medidas perpendiculares), as lesões de antracnose nas bananas (médias de duas medidas
diametralmente opostas); e constatação da presença de esporulação visível de C. musae nas
lesões, sob microscópio ótico.
Foi utilizado o delineamento inteiramente casualizado, com 10 tratamentos e quatro
repetições. Cada repetição foi representada por um cacho.
3.5.4 Ensaio in vivo Efeito das aplicações de extratos de pacari na inibição de
Colletotrichum musae em banana, sob condições de Laboratório
O segundo ensaio contemplou a coleta dos frutos na época de colheita e pulverização
dos mesmos com os extratos obtidos pela secagem em estufa e em pleno sol, uma única vez,
inoculação de C. musae e a manutenção destes em ambiente de Laboratório, para avaliar o
desenvolvimento das lesões do fungo.
Cachos de banana, selecionadas no ponto de colheita, foram despencados no local e
levados ao laboratório, evitando-se injúrias na superfície dos frutos. As bananas foram
mergulhadas em uma solução de hipoclorito de sódio a 2,5% (1 litro PC: 9 L de água), por
dois minutos, seguida de duas lavagens em água destilada e esterilizada. Esperou-se a secagem
da superfície dos frutos por duas horas, e em seguida provocaram-se ferimentos superficiais
com o auxílio de um conjunto de agulhas e pulverizaram-se os extratos, o fungicida ou a água
destilada (testemunha), até o ponto de escorrimento. A pulverização foi feita com um
pulverizador manual. Em seguida, esperaram-se duas horas, pela completa secagem e
procedeu-se a inoculação. Como inóculo, as bananas receberam dois disco de BDA+micélio
de C. musae. O ensaio contemplou os extratos nas concentrações de 25, 50 e 100%, a
testemunha (água destilada), e o fungicida na concentração de 1000 µg.ML
-1
. As bananas
permaneceram em câmara úmida por 48 horas e, posteriormente, em ambiente de Laboratório
por 11 dias.
Os parâmetros utilizados na avaliação in vivo com bananas foram: diâmetro das lesões
de antracnose nas bananas (médias de duas medidas diametralmente opostas); e presença de
esporulação visível de C. musae nas lesões sob microscópio ótico. As avaliações tiveram
41
início 48 horas após a inoculação, e de dois em dois dias, perdurando até a maturação
completa dos frutos. Os dados utilizados na análise estatística foram os obtidos aos 11 dias
após a inoculação. Os tratamentos, em número de 26, foram arranjados em delineamento ao
acaso com seis repetições. Cada repetição foi representada por uma banana.
3.5.5 Análise Estatística
Todos os ensaios foram realizados duas vezes e foram utilizadas as médias dos dados
obtidos na análise estatística. O programa estatístico utilizado foi o SISVAR (Ferreira, 2000,
p.255-258).
A partir dos resultados obtidos determinou-se a percentagem de inibição do
crescimento micelial (PICM), a percentagem de inibição da germinação de esporos (PIGE) e o
diâmetro da lesão de antracnose (PDLA), por meio das fórmulas apresentadas abaixo, para
cada extrato em relação ao tratamento testemunha. Em seguida, os dados foram submetidos à
análise de variância pelo teste F, comparando-se as médias pelo teste de Tukey a 5% de
probabilidade, por meio do programa SISVAR.
PICM = diâmetro da testemunha – diâmetro do tratamento x 100
diâmetro da testemunha
PIGE = nº esporos germ. da testemunha - nº esporos germ. do tratamento x 100
nº esporos germ. da testemunha
PDLA = diâmetro lesão testemunha – diâmetro lesão tratamento x 100
diâmetro lesão da testemunha
42
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Caracterização dos extratos
O presente trabalho testou a forma de secagem em estufa (padrão) e ao sol, visando à
coleta, secagem e o preparo dos extratos na propriedade rural, para o controle alternativo de
antracnose em banana.
Verificou-se que os extratos preparados pelo método de secagem em estufa
proporcionaram as menores taxas de rendimento de massa seca em relação ao material seco ao
sol (Tabela 1). Na estufa a temperatura não variou durante os quatro dias em que o material
permaneceu dentro dela, sendo possível retirar uma quantidade maior de água presente nas
plantas. Enquanto que o material seco pelo método ao sol proporcionou as maiores taxas de
rendimento de massa seca. Ocorrendo aqui, o processo inverso ao da estufa.
Tabela 1. Rendimento de massa seca em relação à massa verde das plantas de melão-de-são-
caetano (MSC) e pacari (PAC), submetidos à secagem em estufa e ao sol. Ilha
Solteira, SP. 2008.
Planta Secagem Rendimento (%)*
Estufa 51
MSC Sol 77
Estufa 85
PAC
Sol 89
* Rendimento= 1000 g de massa verde – massa seca em g x 100.
43
Os materiais secos ao sol ficaram em exposição ao ar livre sobre um piso de cimento
(Figura 07) durante o dia. O material foi recolhido ao ambiente de Laboratório durante a noite,
pois ocorreram pancadas de chuvas, preservando assim a qualidade do material. Deste modo,
os materiais foram submetidos a temperaturas variáveis, sendo que de dia por volta das 15
horas a temperatura sobre o piso de cimento variou entre 45
0
C ± 3
0
C, enquanto que a noite a
temperatura no interior de Laboratório foi bem mais baixa.
Figura 7. Plantas de pacari e melão-de-são-caetano secando ao sol, em piso de cimento.
Fundos do Laboratório de Microbiologia e Fitopatologia. Ilha Solteira, SP. 2008.
Pacari
Melão-de-são-caetano
Foto: SILVA, M. F., 2008
44
Na Tabela 2 estão apresentados os resultados dos rendimentos e pH dos extratos.
Tabela 2. Rendimento, pH e características dos extratos de melão-de-são-caetano (MSC) e
pacari (PAC). Ilha Solteira, SP. 2008.
Rendimento do extrato (%)*
Extrato
Extrator pH
Secagem em
estufa
Secagem ao
sol
Etanol 7,6 38 37 MSC
Água 5,5 38 30
Etanol 3,2 58 53
PAC
Água 3,8 39 23
*O rendimento foi calculado considerando-se 80g do solvente + 20g do material vegetal seco.
Observou-se que o extrato preparado com solvente a base de etanol apresentou maior
rendimento que o extrato de solvente a base de água para ambas as plantas (Tabela 2). O
extrato de PAC, tanto o aquoso como o hidroetanólico, possui forte odor, causando dor de
cabeça, náuseas e mal estar ao se manusear este material. Fato também constatado por Pereira
(2007, 46p.).
Os valores de pH dos extratos variaram entre os caracteres ácido e alcalino. Foi
constatado, também, que os extratos hidroetanólicos apresentaram, em geral, maiores
rendimentos que os extratos aquosos.
4.2 Efeito de extratos de melão-de-são-caetano e pacari incorporados em meio BDA
sobre o crescimento micelial de Colletotrichum musae
Na Tabela 3 estão apresentados os resultados referentes ao efeito da inibição do
crescimento micelial (PICM) de C. musae pelos extratos de melão-de-são-caetano, de pacari, e
do tiofanato metílico incorporados em meio BDA.
O fungicida e os tratamentos de MSChe_E e PAChe_E não diferem entre si,
destacando-se como os melhores resultados, mas diferem dos demais tratamentos.
45
Tabela 3. Equação de regressão linear (ERL) e concentração efetiva (CE
50
) para inibição de
50% do crescimento micelial de Colletotrichum musae em meio de cultura, para os extratos
aquosos (aq) e hidroetanólico (he) de pacari (PAC), melão-de-são-caetano (MSC) nas
concentrações de 5; 12,5; 25 e 50% e tiofanato metílico a 1, 10, 100 e 1000 µg.ML
-1
. Ilha
Solteira, SP. 2008.
Tratamentos Equação de Regressão
Linear
R
2
CE
50
(%)
MSChe_S
c
y = 1,1511x + 39,025 0,9375
b
9,53
a
MSCaq_S y = 1,9346x – 2,9966 0,9363 27,39
MSChe_E
d
<5
MSCaq_E y = 0,4694x + 22,453 0,9518 58,68
PAChe_S y = 1,3166x + 37,467 0,8443 9,52
PACaq_S ND
PAChe_E <5
PACaq_E y = 0,5577x + 4,6723 0,993 81,28
Tiofanato metílico - <5
CV (%) 2,31
a
Valores estimados a partir da equação de regressão linear, em %, e significativo ao nível de 1% de probabilidade; ND: não determinado;
b
Valores estimados a partir da equação de regressão linear, em µg.ML
-1
;
c
Extrato obtido pela secagem ao sol;
d
Extrato obtido pela secagem
em estufa.
Foram determinadas as concentrações efetivas para a inibição de 50% crescimento
micelial de C. musae. Para os extratos hidroetanólicos de melão-de-são-caetano foram
determinados os valores de menor que 5% para os extratos obtidos pelas secagens em estufa e
seco ao sol o valor de 9%, enquanto para os extratos aquosos obtidos pelas secagens em sol e
ao estufa foram verificadaos os valores de 27 e 59%, respectivamente (Tabela 3).
Celoto (2005, 73p.) ao avaliar o efeito in vitro de extrato hidroetanólico e aquoso de
melão-de-são-caetano para C. gloesosporioides de mamoeiro, utilizando 50% de concentração,
observou a inibição de 65 e 71% do crescimento micelial, respectivamente.
Para os extratos hidroetanólicos de pacari foram determinadas as concentrações
efetivas de 9 e menor que 5%, respectivamente para os extratos obtidos pelas secagens ao sol e
em estufa, as quais inibiram 50% do crescimento micelial de C. musae. Para os extratos
aquosos de pacari, as CE
50
constatadas para os extratos preparados a partir das secagens ao sol
não puderam ser determinadas e em estufa foi de 81%.
46
As concentrações efetivas para inibição do crescimento micelial de C. cassiicola em
50% (CE
50
), não puderam ser determinadas para os extratos hidroetanólicos de flores e folhas
pacari, porque na menor concentração avaliada (10%) de extrato, foram obtidas percentagens
maiores que 50% (PEREIRA, 2007, 46p.).
Os extratos hidroetanólicos de ambas as plantas (Tabela 3), evidenciaram que o etanol
extraiu substância(s) ou maior quantidade de substância(s) inibitória ao crescimento micelial
de C. musae (Figuras 8 e 10, e Figuras 9 e 11).
Vários autores constataram que o extrato hidroetanólico tanto de pacari como de
melão-de-são-caetano são mais eficientes no controle de fitopatógenos in vitro, que os extratos
aquosos (PEREIRA, 2007, 46p., CELOTO, 2008, p.1-5, FADEL, 2008, 40p.).
Figura 8. Percentagem de inibições do crescimento micelial (PICM) de Colletotrichum musae
e concentrações dos extratos (%) de melão-de-são-caetano hidroetanólico (he) e
aquoso (aq), com material vegetal seco em estufa (E) e ao sol (S). Ilha Solteira, SP.
2008.
P
I
C
M
%
47
Figura 9. Efeito dos extratos (50%) de melão-de-são-caetano hidroetanólico (he) e aquoso
(aq), no crescimento micelial (PICM) de Colletotrichum musae e concentrações
de MSC com material vegetal seco em estufa (E) e ao sol (S). Ilha Solteira, SP.
2008.
Entre os extratos utilizados na concentração de 50% em relação ao volume, verificou-
se que o extrato hidroetanólico (he) de melão-de-são-caetano, para ambos os modos de
secagem do material, e extrato aquoso (aq) seco ao sol, proporcionaram 100% de inibição do
crescimento micelial de C. musae (Figura 9).
Celoto et al. (2008, p.1-5) constataram que o extrato de MSCaq na concentração de
20% proporcionaram mais de 90% de inibição do crescimento micelial de Colletotrichum
gloeosporioides isolado de fruto de mamoeiro.
Quanto maior a concentração dos extratos, maior a inibição do crescimento micelial de
C. musae (Figuras 10 e 11). Os extratos de PAChe para ambos os modos de secagem
apresentaram mais substâncias antifúngicas na inibição do crescimento micelial (Figura 11). Já
as concentrações efetivas para PAChe seco em estufa apresentou um valor menor que 5%,
indicando que na menor concentração avaliada (5%) foram obtidos PICM acima de 50%, isto
mostra que os extratos possuem mais substâncias antifúngicas que os outros extratos avaliados
(Tabela 3).
Estudando o comportamento in vitro do fungo Sclerotinia sclerotiorum em relação aos
extratos de alho (Allium sativum), pimenta malagueta (Capsicum frutescens) e erva cidreira
(Lippia alba), constataram-se que as percentagens de inibições variaram de 30% em 48 horas
de incubação, abaixo de 4% em todos os tempos de exposição e 44% em 48 horas de
incubação, respectivamente (BRAND et al. 2006, versão eletrônica).
MSCaq_S 50%
MSChe_S 50%
MSChe_E 50%
MSCaq_E 50%
Foto: SILVA, M. F., 2008
48
Figura 10. Efeito dos extratos (50%) de pacari hidroetanólico (he) e aquoso (aq), no
crescimento micelial (PICM) de Colletotrichum musae e concentrações com
material vegetal seco em estufa (E) e ao sol (S), em . Ilha Solteira, SP. 2008.
Figura 11. Efeito dos extratos (50%) de pacari hidroetanólico (he) e aquoso (aq), no
crescimento micelial (PICM) de Colletotrichum musae e concentrações
com material vegetal seco em estufa (E) e ao sol (S). Ilha Solteira, SP. 2008.
Observou-se que a medida que se aumentou a concentração dos extratos para ambas as
plantas avaliadas aumentaram-se as taxas de inibição do crescimento micelial do C. musae,
existindo com isso uma relação direta entre eles (Figura 10 e 12).
O fungicida tiofanato metílico inibiu totalmente o crescimento micelial de C. musae ao
ser incorporado ao meio sólido na concentração de 1 µg.ML
-1
, classificando-o como um
P
I
C
M
%
PAChe_S 50% PACaq_S 50%
PAChe_E 50% PACaq_E 50%
Foto: SILVA, M. F., 2008
49
produto químico de alta ação fungitóxica sobre o crescimento micelial do fungo estudado,
segundo a classificação dos níveis de toxicidade proposta por Edgington et al. (EDGINGTON,
1971, p. 42-44).
O tiofanato metílico têm sido amplamente utilizado no controle das doenças como
antracnose e podridão-da-coroa em banana (CORDEIRO, 2005, p. 99-117).
4.3 Efeito de extratos de melão-de-são-caetano e pacari sobre a germinação de
esporos de Colletotrichum musae
Contaram-se 100 esporos, separando-os em esporos germinados e não germinados
(Figura 12).
Figura 12. Esporos não-germinados (A) e germinado (B) de Colletotrichum musae. Ilha
Solteira, SP. 2007.
Dentre os tratamentos o que obteve melhor resultado foi o tiofanato metílico nas
concentrações de 1000, 100, 10 e 1 µg.ML
-1
e MSCalc seco ao sol
inibindo totalmente a
germinação de esporos de C. musae em todas as concentrações avaliadas. Não há diferença
estatística entre o fungicida e os extratos de MSCal_S e PACal_S.
O comportamento do tiofanato metílico para a inibição da germinação de esporos foi
semelhante ao ensaio da inibição do crescimento micelial.
A
B
Foto: SILVA, M. F., 2007
50
Foram determinadas as concentrações efetivas para a inibição de 50% da germinação
de esporos de C. musae. Para os extratos hidroetanólicos de melão-de-são-caetano foram
determinados os valores de menor que 5% para os extratos obtidos pelas secagens ao sol e
seco em estufa o valor de 28%, enquanto para os extratos aquosos obtidos pelas secagens em
estufa e ao sol foram verificadaos os valores de 30 e 21%, respectivamente (Tabela 4).
Os resultados observados indicam que para as diferentes concentrações dos extratos
avaliados (Figura 13 e Figura 14) quanto maior a concentração do extrato maior é a taxa de
inibição da germinação de esporos de C. musae.
Fadel destaca que na inibição da germinação de esporos de Colletotrichum
gloeosporioides e Corynespora cassiicola pelo extrato aquoso de Dimorphandra mollis inibiu
100 e 10% da germinação de esporos respectivamente (FADEL, 2008, 40p.).
Os extratos aquosos e hidroetanólicos de pacari destacaram-se como os extratos mais
eficientes no controle de Colletotrichum gloeosporioides isolados de folhas de acerola com
sintomas, com 100 e 99% de inibição (NARUZAWA, 2005, 46p.).
Tabela 4. Equação de regressão linear e dose letal (DL
50
) para inibição da germinação de
esporos de Colletotrichum musae em meio de cultura para os extratos aquosos (aqu) e
hidroetanólico (alc) de pacari (PAC) e melão-de-são-caetano (MSC) 5; 12,5; 25 e 50% e
tiofanato metílico a 1, 10, 100 e 1000 µg.ML
-1
. Ilha Solteira, SP. 2008.
Tratamentos Equação de
Regressão Linear
R
2
DL
50
(%)
MSCalc_S
c
<5
a
MSCaqu_S y= 1,1248x + 25,88 0,8221
b
21,44
MSCalc_E
d
y= 1,5594x + 5,6333 0,7641 28,45
MSCaqu_E y= 1,1486x + 15,088 0,954 30,40
PACalc_S y= 1,9312x+17,831 0,7162 16,66
PACaqu_S y= 2,1469x - 4,1278 0,9347 25,21
PACalc_E y= 1,7547x+ 10,893 0,9956 22,29
PACaqu_E y= 1,0552x + 21,231 0,9665 27,26
Tiofanato metílico <5
CV (%) 3,86
a
Valores estimados a partir da equação de regressão linear, em %, significativo ao nível de 1% de probabilidade.;
b
Valores estimados a partir
da equação de regressão linear, em µg.ML
-1
,
c
Extrato obtido pela secagem ao sol;
d
Extrato obtido pela secagem em estufa.
51
Figura 13. Percentagem de inibição da germinação de esporos (PIGE) de Colletotrichum
musae e concentrações dos extratos (%) de melão-de-são-caetano hidroetanólico
(alc) e aquoso (aqu), com material vegetal seco em estufa (E) e ao sol (S). Ilha
Solteira, SP. 2008.
Os extratos de PACalc proporcionaram as melhores taxas de inibição na germinação de
esporos de C. musae, para o material seco ao sol, quando comparados aos demais tratamentos.
Os ajustes das equações de regressão para os extratos hidroetanólico de folhas de PAC, secos
ao sol e em estufa, foram significativos para a DL
50
, 17 e 22%, respectivamente,
demonstrando o efeito linear das concentrações sobre a percentagem de inibição da
germinação de esporos de C. musae (Tabela 4).
Para os extratos aquosos de pacari, as CE
50
constatadas para os extratos preparados a
partir das secagens ao sol e em estufa foram de 25 e 27%, respectivamente.
P
I
G
E
%
52
Figura 14. Percentagem de inibição da germinação de esporos (PIGE) de Colletotrichum
musae e concentrações dos extratos (%) de pacari hidroetanólico (alc) e aquoso
(aqu), com material vegetal seco em estufa (E) e ao sol (S). Ilha Solteira, SP. 2008.
Pesquisas anteriores relatam que os extratos hidroetanólicos e aquosos de flores e
folhas de pacari proprocionaram 100% de inibição da germinação de esporos de C. cassiicola,
mas não podendo determinar o DL
50
, estando pois presente na menor dose avaliada (10%)
(PEREIRA, 2007, 46p.).
4.4 Efeito da aplicação de extratos de melão-de-são-caetano e pacari na inibição do
desenvolvimento de Colletotrichum musae em bananas sob condições de campo
Na Tabela 5 estão apresentados os resultados de todos os parâmetros avaliados nos
cachos de bananas tratados com os extratos de PAC e MSC para a inibição das lesões de
antracnose, causadas por C. musae. Os frutos não sofreram ferimento superficial.
Como nos ensaios anteriores, o tiofanato metílico pelo teste de Tukey, apresentou os
melhores resultados em todas as concentrações avaliadas quando comparado aos demais
tratamentos, inibindo os sintomas nos frutos.
P
I
G
E
%
53
Tabela 5. Efeito de pulverizações em cachos de bananas tratados com extratos aquosos (aq) e
hidroetanólicos (he) de pacari (PAC) e melão-de-são-caetano (MSC) nas concentrações de 50
e 100% e tiofanato metílico a 1000 µg.ML
-1
e água destilada (testemunha) aos 40, 20 e 0 dia
antes da colheita. Avaliação realizada aos 11 dias após a colheita dos cachos, sendo as bananas
neste período de pós-colheita mantidas em condições de laboratório. Ilha Solteira, SP. 2008.
Tratamentos
1
Diâmetro médio
das lesões
(cm)
Percentagem
de frutos com
sintomas*
Cor da casca Maturação
Presença
de
micélio
Presença de mancha do
produto na casca da
banana
Testemunha 4,21 a* >90** Amarela Maduro Sim Não
MSC_he 100% 3,18 b 87 Amarela Maduro Sim Não
MSC_ he 50% 3,29 b 80 Amarela Maduro Sim Não
MSC_aq 100% 3,97 a 45
Amarelo-
amarelada
Maduro Sim Presente
MSC_aq 50% 3,26 b 45 Amarela Adstringente Sim Não
PAC_ he 100% 3,72 a 44
Verde-
amarelada
Adstringente Sim Presente
PAC_ he 50% 3,11 b 37 Verde Maduro Sim Presente
PAC_aq 100% 2,02 c 10 Verde Adstringente Não Presente
PAC_aq 50% 2,08 c 10
Verde-
amarelada
Adstringente Não Presente
Tiofanato Metílico
(1000 µmL
-1
)
0,5 d <1
Verde-
amarelada
________ Não Presente
CV 7,12
*Médias seguidas de mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo Teste de Tukey para um nível de 5% de probabilidade
** Percentagem de fruto com mais de 20% de sintomas na casca (diâmetro da lesão em relação ao tamanho do fruto);
1
Extrato obtido pela
secagem em estufa.
Observou-se que o tratamento com o fungicida, semelhante a inibição de crescimento
micelial e germinação de esporos, proprocionou o melhor controle da lesão de antracnose nos
frutos, evidenciando sua característica erradicante, inclusive reduzindo drasticamente qualquer
manifestação de sintomas na coroa, como a podridão da coroa, mesmo em condições ótimas
de alta temperatura e umidade relativa, durante o tempo de avaliação, de 11 dias (Tabela 5 e
Figura 15).
A antracnose em banana causa lesões escuras e deprimidas sobre as quais em
condições de alta umidade, aparecem frutificações rosadas do fungo. Com o progresso da
54
doença, as lesões aumentam de tamanho, podendo coalescer, em geral a polpa não é afetada
(CORDEIRO; MATOS; KIMATI, 2005, p.99-117).
Observou-se nos frutos o surgimento natural de lesões de antracnose. Essas lesões
resultam da infecção latente do patógeno nos frutos ainda no campo, constatou-se também, o
coalescimento das lesões, sendo visíveis as frutificações de coloração rosada do fungo sobre o
fruto, não sendo a polpa afetada (Figura 1).
Figura 15. Efeito do tiofanato metílico, na concentração de 1000 µg.mL
-1
(T
9
) e da ausência
de produto (Testemunha: T
10
) no desenvolvimento da lesão de antracnose
causada por Colletotrichum musae, em bananas. Ilha Solteira, SP. 2007.
Constatou-se que os extratos aquosos de PAC retardaram a maturação dos frutos em
quatro-cinco dias em relação a testemunha, evidenciado pela casca de coloração mais verde e
polpa adstringente (Tabela 5). Verificou-se que o extrato de PACaq nas concentrações de 100
e 50%, proporcionaram os melhores controles diferindo estatisticamente dos demais
tratamentos avaliados, e inibindo o desenvolvimento do patógeno (Tabela 5).
Para os tratamentos de PACaqu nas concentrações de 50 e 100%, foram encontrados os
menores valores de diâmetro de lesão de antracnose, 2,08 e 2,02 cm respectivamente,
reduzindo em mais de 50% o diâmetro das lesões nos frutos.
Foi observado que os extratos aquosos e hidroetanólicos de melão-de-são-caetano
reduziram o diâmetro das lesões em banana em 54 e 51% respectivamente (CELOTO, 2005,
73p.).
T9
T1
0
Foto: SILVA, M. F.; 2007
55
4.5 Ensaio in vivo: Efeito da aplicação de extratos de melão-de-são-caetano e pacari
na inibição do desenvolvimento de Colletotrichum musae em bananas, sob condições de
Laboratório
Na Tabela 6 estão apresentados os resultados de todos os parâmetros avaliados aos 11
dias, de frutos tratados com os extratos de PAC e MSC (aq e he) no dia da colheita, com
ferimento superficial provocado e, em seguida, inoculados com disco contendo BDA +
micélio, na inibição das lesões de antracnose causadas por C. musae, comparando-se o efeito
dos extratos pelo modo de secagem em estufa e ao sol.
Tabela 6. Parâmetros avaliados aos 11 dias após a colheita, sendo as bananas pulverizadas no
dia da colheita e mantidas em condições de laboratório, com extratos aquoso (aq) e
hidroetanólico (he) de pacari (PAC) e melão-de-são-caetano (MSC), nas concentrações de 25,
50 e 100%, tiofanato metílico a 1000 µg.ML
-1
e água destilada. Ilha Solteira, SP. 2008.
Tratamentos
Comprimento
médio das lesões
(cm)
a
Cor da casca Maturação
Presença de
micélio
Presença de
mancha do produto na casca
da banana
Testemunha 2,4 f Verde-amarelada Adstringente Sim Não
Tiof. Metílico 1000 µg.ML
-1
0,5 a Amarela Maduro
Não
Presente
MSChe_E
1
0,5 a Verde Adstringente
Não
Não
MSCaq_E 1,8 d Verde Adstringente Sim Não
MSChe_S
2
2,1 e Amarela Maduro Sim Não
MSCaq_S
1,9 d Verde Adstringente Sim Não
PAChe_E
1,6 b Verde Adstringente Sim Presente
PACaq_E
1,7 c Verde Adstringente Sim Presente
PAChe_S
0,5 a Verde Verde Não Presente
PACaq_S
1,6 b Verde-amarelada Adstringente Sim Presente
CV (%) 1,98
a
Médias de seis repetições. Médias seguidas de mesma letra, na coluna, não diferem entre si pelo Teste de Tukey para um nível de 5% de probabilidade;
1
Extrato
obtido pela secagem ao sol;
2
Extrato obtido pela secagem em estufa.
56
Os extratos aquosos de PAC e MSC, em ambos os modos de secagem, retardaram a
maturação dos frutos em 4-5 dias em relação a testemunha, que foi evidenciado pela casca de
coloração verde e polpa adstringente (Tabela 6 e Figuras 16 e 17).
Lucena et al. (2004, p.93-98) verificaram que tratamentos alternativos a base de óleo
de soja induziram ao retardamento da maturação dos frutos por até 15 dias à temperatura em
torno de 25ºC, melhorando a qualidade fisiológica dos frutos. É importante mencionar que os
frutos submetidos ao tratamento de imersão em óleo não apresentaram sintomas visíveis de
antracnose.
Figura 16. Efeito dos extratos aquoso (aq) e hidroetanólico (he) de melão-de-são-caetano
(MSC), da ausência de produto (Testemunha) no desenvolvimento de lesões de
antracnose causada por Colletotrichum musae, em bananas, avaliadas aos 11 dias
após a instalação do experimento. Ilha Solteira, SP. 2008.
Os melhores resultados foram obtidos pelos extratos hidroetanólico de MSC e PAC
com secagem em estufa e ao sol, respectivamente; onde observou-se que não houve lesão de
antracnose no fruto. Observou-se que as maiores lesões de antracnose ocorreram nas bananas
tratadas com extrato de MSChe e extrato de MSCaq ,com comprimento médio de lesão de 2,1
e 1,9 cm, respectivamente, ambos com secagem ao sol (Tabela 6).
Bananas tratadas com tiofanato metílico proporcionaram redução de 70% do diâmetro
da lesão de antracnose quando comparado com a testemunha (CELOTO, 2005, 73p.).
MSChe E 100%
MSCaq_S 100%
Testemunha
MSCaq_E 100%
MSChe
_
S 100%
Foto: SILVA, M. F., 2008
57
O fungicida tebuconazole a 250 mg.l
-1
reduziu a área lesionada das bananas de 60%
para 3% aos 12 dias de armazenamento, e a incidência foi de um fruto lesionado por buquê.
Esse tratamento foi eficiente para frutos armazenados por tempos de até 12 dias (SPONHOLZ
et al., 2004, p.480-485).
Chillet et al. (2006, p.1181-1185) trabalhando no patossistema banana x C. musae,
demonstraram que a idade fenológica é um fator chave na suscetibilidade ao patógeno. Ainda
de acordo com os autores, frutos em avançado estádio de maturação são altamente suscetíveis
a infecções por C. musae, enquanto que frutos verdes apresentam maior resistência à infecção.
As temperaturas de 20, 25 e 30 ºC além de promoverem o maior desenvolvimento da
antracnose em banana, também foram responsáveis pelas maiores lesões sobre a superfície do
fruto. Para conservação dos frutos, a faixa de temperatura em torno de 15ºC mostrou ser mais
adequada por desfavorecer o desenvolvimento de C. musae e conservar a integridade física
desejável dos frutos da bananeira (PESSOA et. al., 2007, p.147-151).
Figura 17. Efeito dos extratos aquoso (aq) e hidroetanólico (he) de pacari (PAC), da
ausência de produto (Testemunha) no desenvolvimento de lesões de antracnose
causada por Colletotrichum musae, em bananas, avaliadas aos 11 dias após
a instalação do experimento. Ilha Solteira, SP. 2008.
PACaq_E 100%
PAChe_S 100%
PAChe_E 100%
PACaq_S 100%
Testemunha
Foto: SILVA, M. F., 2008
58
Não há diferença estatística entre o fungicida e os extratos de MSChe_E e PAChe_S,
mas diferem dos demais tratamentos, pelo teste de Tukey para um nível de 5% de
probabilidade.
Constatou-se que em todas as bananas que apresentaram lesões de antracnose, a
presença de micélio foi visível sobre e no interior da lesão. Foi realizado o isolamento direto
da lesão em placa de Petri contendo meio BDA. Sob microscópio esterioscópio transferiu-se
parte da esporulação do fungo, com o auxílio de estilete. As placas foram mantidas em estufa
incubadora por cinco dias a 25
0
C. Sendo realizada a observação diária do crescimento
micelial e, posteriormente, a presença de esporos do fungo em microscópio ótico. Com isso,
houve o fechamento dos postulados de Kock, e ainda efetividade de C. musae, como a
causadoras das lesões.
Nas bananas tratadas com tiofanato metílico, não constatou-se a presença de
esporulação visível do fungo. Sob microscópio esterioscópio, com o auxílio de estilete foram
realizados isolamento direto de partes do interior da lesão para placas de Petri, contendo BDA,
sendo mantidas em estufa incubadora por cinco dias a 25
0
C. Sendo realizada a observação
diária, após cinco dias, não houve crescimento micelial do fungo.
Nas bananas do tratamento testemunha observou-se a maior lesão de antracnose
quando comparada aos demais tratamentos com 2,4 cm de comprimento médio de lesão de
antracnose no fruto (Tabela 6).
Os tratamentos a base de tiofanato metílico apresentaram os melhores resultados
obtidos, inibindo completamente a lesão de antracnose em bananas. A pequena lesão
observada no fruto, é efeito da cicatriz causada pelo ferimento superficial provocado, contudo
não apresenta presença de micélio visível do fungo.
Bananas tratadas com tiofanato metílico, proporcionaram redução maior que 80% do
diâmetro da lesão de antracnose quando comparado com a testemunha. Também observou-se
controle da antracnose com o uso de extratos aquosos e hidretanólicos de melão-de-são-
caetano, com redução de diâmetros das lesões em mais de 50% (CELOTO, 2005, 73p.).
Tanto o fungicida tiofanato metílico como os extratos de PACaq e PAChe mancham as
cascas dos frutos, levando a um produto não comercializável. O uso de extratos de MSCaq e
MSChe, não provocam manchas nas cascas dos frutos.
59
5 CONSIDERAÇÕES FINAIS
O presente trabalho foi realizado considerando que o estado de São Paulo, é o maior
produtor nacional de banana e o município de Ilha Solteira possui plantação comercial de
bananas var. Nanicão.
Em todos os ensaios, tanto in vitro quanto in vivo, o fungicida tiofanato metílico
apresentou-se como o melhor no controle do fitopatógeno.
Quanto aos extratos, a sua atuação deve ser vista em cada ensaio realizado. No ensaio in
vitro, eliminando o efeito do fungicida, na inibição do crescimento micelial, os melhores
resultados foram obtidos quando se usou os extratos de MSChe e PAChe ambos secos em
estufa. Quanto a inibição da germinação de esporos, após o fungicida vem o extrato MSCalc
seco ao sol com excelente resultado de inibição.
Para os experimentos envolvendo frutos, após o efeito do fungicida, os melhores
resultados para o ensaio de cachos pulverizados aos 40 dias antes da colheita e posteriormente
levados ao ambiente de Laboratório, foi quando utilizou-se o extrato de PACaq tanto com 100
quanto com 50% na ação de campo. Para o ensaio que contemplou frutos pulverizados no dia
da colheita e levados ao Laboratório, os melhores resultados deram-se com a utilização dos
extratos de PAChe seco ao sol e MSChe seco em estufa, capazes de inibir o desenvolvimento
do patógeno C. musae.
A propriedade antifúngica detectada nos extratos de MSC e PAC utilizados no ensaio
evidenciaram o uso potencial dos mesmos como uma alternativa aos métodos físicos e
químicos para o controle da antracnose em banana, sobretudo pelo derivado obtido com
extrator hidroetanólico.
60
Aos 40 dias antes da colheita, os frutos já se encontraram infectados pelo patógeno na
forma latente. Para futuros ensaios, novas aplicações podem ser realizadas, por exemplo, aos
50-60 dias antes da colheita.
Quanto maior a concentração dos extratos, maior a inibição do crescimento micelial e
da germinação de esporos isolados de banana. Os extratos MSChe seco ao sol e PAChe seco
ao sol, ambas na concentração de 50%, apresentaram mais substâncias antifúngicas na inibição
do crescimento micelial de Colletotrichum musae isolados de banana.
Os extratos aquoso de pacari nas concentrações de 100 (T7) e 50% (T8)
proporcionaram as menores percentagens de frutos com presença visível de esporulação do
fungo nas lesões de antracnose.
Sabe-se que o uso de extratos hidroetanólicos apresentam mais substâncias
antifúngicas, podendo-se avaliar, futuramente, a eficiência de extratos brutos (verde) em
comparação com os extratos secos, ou ainda folhas verdes em repouso por 2-3 dias em solução
hidroetanólica, filtrados e pulverizados sobre a planta ou partes da planta.
O fungicida tiofanato metílico e os extratos de PACaq e PAChe mancham as cascas
dos frutos, podendo levar o produto a não comercializado, pela presença visível do produto. O
uso de extratos de MSCaq e MSChe, não provocam manchas nas cascas dos frutos.
Vários autores anteriores a este trabalho avaliaram o efeito de extratos sobre
fitopatógenos. Citamos:
Celoto (2003, 44p.) avaliou 24 extratos de plantas medicinais, destacando-se o melão-
de-são-caetano inibindo Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) isolados de frutos de
mamoeiro com sintomas de antracnose. Os extratos foram avaliados por meio da incorporação
de 20% do extrato em meio BDA, antes ou após a autoclavagem do mesmo, inibindo mais de
90% da germinação de esporos de C. gloeosporioides.
Naruzawa (2005, 46p.) avaliou 10 extratos de plantas do cerrado, sendo que os extratos
de pacari, aroeira e pequi sobre Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) e Corynespora
cassiicola (Berk. & Curtis) em isolados da acerola, observou-se que a germinação de esporos é
mais afetada que o crescimento micelial.
61
Celoto (2005, 73p.) avaliou extratos da planta de melão-de-são-caetano sobre
Colletotrichum musae (Berk. & Curtis) isolado de banana, sendo que extratos aquosos e
metanólicos proporcionaram maiores inibições da germinação de esporos.
Pereira (2007, 46p.) trabalhou com partes da planta, sendo que extratos hidroetanólicos
de flores e folhas de pacari, sobre Corynespora cassiicola (Berk. & Curtis) e Colletotrichum
gloeosporioides (Penz.) (isolados da acerola), proporcionaram os maiores percentuais de
inibição da germinação de esporos.
O uso de extratos vegetais pode se tornar promissor na medida em que compostos
presentes na estrutura química dos mesmos podem ter efeito inibitório sobre a ação de
diversos fungos (
MIETH et al., 2008, versão eletrônica).
62
6 CONCLUSÕES
A partir dos resultados apresentados pôde-se concluir que:
¾ O fungicida tiofanato metílico apresentou-se como o melhor resultado em todos os
ensaios realizados (in vivo e in vitro) em relação aos diferentes extratos avaliados;
¾ Os extratos hidroetanólicos, apresentaram melhor ação antifúngica que os extratos
aquosos;
¾ Os extratos e o modo de secagem dos materiais apresentaram resultados diferentes em
cada ensaio realizado;
¾ Os extratos hidroetanólicos de melão-de-são-caetano e de pacari, ambos secos em
estufa, apresentaram controles de inibição do crescimento micelial do fungo
Colletotrichum musae;
¾ Os extratos hidroetanólicos de melão-de-são-caetano seco ao sol controlaram a
germinação dos esporos do fungo C. musae;
63
¾ O extrato aquoso de pacari a 100 e 50% controlou de forma erradicante o fungo nos
frutos;
¾ Os extratos de melão-de-são-caetano hidroetanólico seco em estufa e hidroetanólico de
pacari seco ao sol inibiram eficientemente e de forma protetora a ação do fungo nos
frutos;
¾ No ensaio in vivo, independentemente do modo de ação dos melhores extratos, os
frutos apresentaram um retardo na maturação em pelo menos quatro-cinco dias em
relação à testemunha;
¾ Cachos com frutos verdes coletados aos 40 dias antes da colheita mostraram-se
infectados por Colletotrichum musae, de forma latente e a aplicação dos extratos de
pacari aquoso foram eficientes para inibir o desenvolvimento do patógeno C. musae;
¾ As propriedades antifúngicas detectadas nos ensaios, nos extratos de pacari e melão-
de-são-caetano evidenciaram o uso potencial dos mesmos como uma alternativa aos
métodos adotados para o controle da antracnose em banana.
64
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