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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO
INSTITUTO DE PSICOLOGIA
JINGER DO CARMO CUNHA
ESTUDO DA IMUNORREATIVIDADE DAS PROTEÍNAS
LIGANTES DE CÁLCIO NA NEUROQUÍMICA DA
MEDULA ESPINAL DE RATOS SUBMETIDOS À
ATIVIDADE FÍSICA ESPONTÂNEA NA RODA DE
CORRIDA.
São Paulo
2008
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ii
JINGER DO CARMO CUNHA
ESTUDO DA IMUNORREATIVIDADE DAS PROTEÍNAS
LIGANTES DE CÁLCIO NA NEUROQUÍMICA DA
MEDULA ESPINAL DE RATOS SUBMETIDOS À
ATIVIDADE FÍSICA ESPONTÂNEA NA RODA DE
CORRIDA.
Dissertação apresentada ao Instituto de Psicologia da
Universidade de São Paulo, como parte dos requisitos para
obtenção do título de Mestre em Psicologia.
Área de concentração: Neurociências e Comportamento
Orientador: Prof. Dr. Gerson Chadi
São Paulo
2008
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iii
AUTORIZO A REPRODUÇÃO E DIVULGAÇÃO TOTAL OU PARCIAL DESTE
TRABALHO, POR QUALQUER MEIO CONVENCIONAL OU ELETRÔNICO,
PARA FINS DE ESTUDO E PESQUISA, DESDE QUE CITADA A FONTE.
Catalogação na publicação
Serviço de Biblioteca e Documentação
Instituto de Psicologia da Universidade de São Paulo
Cunha, Jinger do Carmo.
Estudo da imunorreatividade das proteínas ligantes de cálcio na
neuroquímica da medula espinal de ratos submetidos à atividade física
voluntária na roda de corrida / Jinger do Carmo Cunha; orientador
Gerson Chadi. -- São Paulo, 2008.
61 p.
Dissertação (Mestrado – Programa de Pós-Graduação em
Psicologia. Área de Concentração: Neurociências e Comportamento) –
Instituto de Psicologia da Universidade de São Paulo.
1. Neuroquímica 2. Atividade física 3. Plasticidade neuronal 4. Calbindina 5.
Parvalbuminas 6. Proteínas S100 7. Ratos I. Título.
QP356.3
iv
FOLHA DE APROVAÇÃO
Jinger do Carmo Cunha
Estudo da imunorreatividade das proteínas ligantes de cálcio na neuroquímica da medula
espinal de ratos submetidos À atividade física Espontânea na roda de corrida.
Dissertação apresentada ao Instituto de Psicologia da
Universidade de São Paulo, como parte dos requisitos para
obtenção do título de Mestre em Psicologia.
Área de concentração: Neurociências e Comportamento
Aprovada em: __/__/____
Banca Examinadora
Prof. Dr. _______________________________________________________________
Instituição: ________________________ Assinatura: ___________________________
Prof. Dr. _______________________________________________________________
Instituição: ________________________ Assinatura: ___________________________
Prof. Dr. _______________________________________________________________
Instituição: ________________________ Assinatura: ___________________________
Prof. Dr. _______________________________________________________________
Instituição: ________________________ Assinatura: ___________________________
Prof. Dr. _______________________________________________________________
Instituição: ________________________ Assinatura: ___________________________
v
“O que há de mais difícil neste mundo é o homem conhecer a si
mesmo”
(Thales de Mileto)
vi
Aos meus pais:
Simão Baptista da Cunha e
Joana D’arc do Carmo (in memorian)
vii
AGRADECIMENTOS
Á Deus.
Ao professor Doutor Gerson Chadi pela oportunidade, orientação e paciência.
Aos amigos do Laboratório de Neurocirurgia Funcional da Faculdade de Medicina da
Universidade de São Paulo e do Laboratório de Neurorregeneração do Sistema Nervoso
Central ICBUSP, Michele Schultz Ramos de Andrade, Maura Regina, Bianca de Luca,
Beatriz Levy, Camila Silva, Fausto P. Guzen, Marcos Taneda, Tatiana P. Oliveira,
Juliana Pedroso, Vânia Gomide, Tatiana Duobles, Juliana Prado Costa, Jéssica
Maximino, Rebeca B. Ceccato obrigado por tudo.
Aos funcionários do Laboratório de Neurocirurgia Funcional da Universidade de São
Paulo, Sarah de Sousa Gomes, Florence Thereza Dinucci, Gilmar Marques da Silva.
Aos Funcionários do Instituto de Ciências Biológicas III da Universidade de São Paulo e
do Departamento de Neurociências e Comportamento do Instituto de Psicologia.
A todos os amigos que me apoiaram.
viii
A realização deste trabalho contou com os auxílios concedidos:
FAPESP (98/13122-5)
FAPESP (99/01319-1)
FAPESP (07/00491-3)
ix
RESUMO
Cunha, J. C. Estudo da imunorreatividade das proteínas ligantes de cálcio na
neuroquímica da medula espinal de ratos submetidos À atividade física espontânea
na roda de corrida, 2008. Dissertação (Mestrado) – Instituto de Psicologia –
Universidade de São Paulo, São Paulo, 2008.
As ações da atividade física na neuroquímica dos neurônios, com enfoque às
proteínas ligantes de cálcio (Ca
2+
), e o estado de ativação de células gliais da medula
espinal do rato foram investigadas em preparados imuno-histoquímicos através da
análise morfométrica e microdensitométrica com auxílio do computador. Ratos machos
adultos foram divididos em dois grupos: treinado, cujos animais foram expostos à roda
de corrida onde realizava atividade física espontânea, por um período de 4 e 14 noites; e
sedentário, onde os animais foram mantidos em caixas individualizadas, sem a roda de
corrida. Após os períodos determinados, os animais sofreram eutanásia e suas medulas
espinais foram processadas para imunohistoquímica. Os ligantes de Ca
2+
neuronal e glial
foram avaliados pela imunorreatividade das proteínas calbindina e parvalbumina e,
ainda, pela imunorreatividade da proteína S100β astrocitária. A atividade física
voluntária promoveu uma diminuição na imunorreatividade da proteína calbindina em
nível torácico no corno posterior (lâminas I e II de Rexed), assim como no núcleo
espinal lateral após 14 dias. No nível lombar, também se observou uma diminuição da
imunorreatividade no corno posterior (lâminas I e II de Rexed). Contudo os animais
submetidos à atividade física voluntária por 4 dias apresentaram um aumento na área
imunorreativa da proteína parvalbumina em relação ao seu controle. Efeito semelhante
ocorreu no núcleo dorsal nos grupos que treinaram por 4 e 14 dias. Entretanto, no
fascículo cuneiforme ocorreu uma diminuição da imunorreatividade à parvalbumina. Já
em relação à proteína S100β, os animais treinados apresentaram um aumento na
imunorreatividade (spMGV) no corno anterior. Assim, conclui-se que a atividade física
voluntária modificou a imunorreatividade das proteínas ligantes de Ca
2+
na medula
espinal, o que pode estar associado aos mecanismos de ativação intracelular realizados
pelo cálcio, bem como a liberação de neurotransmissores na fenda sináptica.
Palavras chaves: Neuroquímica, Atividade física, Plasticidade neuronal, Calbindina,
Parvalbumina, Proteínas S100
x
ABSTRACT
Actions of the physical activity in the neurochemistry focuzing calcium-bindin
proteins and the activation of the glial cells in the spinal cord of the rat were investigated
with imunohistochemistry over. Male wistar adult rats were divided in two groups:
trained, which animals exercised in the wheel running for 4 and 14 nigths; and
sedentary, which animals were maintained in private box without wheel running. After
that period rats were sacrificed and their spinal cords were processed to
imunohistochemistry. Calcium-bindin proteins neuronal (parvalbumin and calbindin)
and glial (S100β) were evaluted. The activity promoted a decrese in the imunoreativite
of the calbindin protein in the torácic level of the posterior horn (lamina I and II of
Rexed), and lateral spine nucle after 14 days. In the lombar level, decrese in the
posterior horn was also found. Animals submited to physic activity for 4 days showed an
increased in the imunoreatived area of parvalbumin. Similar effect was observed all of
groups that were treineds for 4 e 14 days. However, in the cuneiforne fascicule,
parvalbumin decreased. The S100β protein showed decresed in the anterior horn. In
conclusion volunteer phisical activity changed the pattern of the calcium-bindin protein
immunoreactivity in the spinal cord, effect than can be associated to neuroplasticity.
Key Words: Neurochemistry, physical activity, neuroplasticity, calbindin, parvalbumin,
Proteíns S100
xi
xii
SUMÁRIO
Índice de figuras .............................................................................................................
Índice de tabelas .............................................................................................................
1. Introdução..................................................................................................................
1.2 Neuroplasticidade ....................................................................................................
1.3 Proteínas ligantes de cálcio .....................................................................................
1.4 Atividade física e neuroplasticidade ........................................................................
xiv
xv
01
02
06
10
2. Objetivos................................................................................................................... 14
3. Material e métodos....................................................................................................
3.1 Regime da atividade física espontânea na roda de corrida .....................................
3.2 Grupos experimentais ..............................................................................................
3.3 Sacrifício dos animais ..............................................................................................
3.4 Processamento tecidual e regiões a serem estudadas ..............................................
3.5 Imuno-histoquímica .................................................................................................
3.6 Marcadores imuno-histoquímicos ...........................................................................
3.7 Marcação imunno-histoquímica ..............................................................................
3.8 Quantificação pela análise semiquantitativa morfométrica e microdensitométrica
das imunorreatividades ........................................................................................................
16
17
19
19
20
20
20
20
21
xiii
3.9 Análise estatística .................................................................................................... 24
4. Resultados..................................................................................................................
4.1 Análise tecidual qualitativa e quantitativa ...............................................................
4.1.1 Análise da imunorreatividade para visualização da proteína calbindina ............
4.1.2 Análise da imunorreatividade para visualização da proteína parvalbumina .......
4.1.3 Análise da imunorreatividade para visualização da proteína S100β ...................
25
26
26
30
36
5. Discussão ................................................................................................................. 40
6. Conclusão.................................................................................................................. 45
7. Referências Bibliográficas......................................................................................... 47
xiv
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 01 ..............................................................................................................................
Figura 02 ..............................................................................................................................
Figura 03 ..............................................................................................................................
Figura 04 ..............................................................................................................................
18
23
28
29
Figura 05 .............................................................................................................................. 33
Figura 06 ..............................................................................................................................
Figura 07 ..............................................................................................................................
Figura 08 ..............................................................................................................................
Figura 09 ..............................................................................................................................
34
35
38
39
xv
ÍNDICE DE TABELAS
Tabela 01 ..............................................................................................................................
Tabela 02 ..............................................................................................................................
Tabela 03 ..............................................................................................................................
18
23
28
1
INTRODUÇÃO
2
1. INTRODUÇÃO
1.1 Neuroplasticidade
O organismo dos seres vivos está em constante interação com o meio, do qual
recebe uma grande variedade de estímulos processados pelo sistema nervoso (SN). Ele
procura se adaptar por meio de mudanças fisiológicas e morfológicas, e a esta habilidade
de modificação dá-se o nome de neuroplasticidade.
As modificações plásticas nas sinapses foram estudadas por HEBB (1949), onde
descreve que as formas de memórias podem ser explicadas pelo reforço sináptico, onde
uma sinapse ativada continuamente e simultaneamente ao disparo de potenciais de ação
do neurônio pré-sináptico conduz à mudanças químicas ou estruturais no SN.
As mudanças dependentes de atividade são os mecanismos com que o cérebro
codifica e armazena informações. São dois os modelos, bem estabelecidos, para o
reforço ou a diminuição da sinapse dependente de atividade, o primeiro é à potenciação
de longa duração (LTP) e o segundo é a depressão de longa duração (LTD). Onde, a
liberação de neurotransmissores pela sinapse estimulada, bem como a síntese de
proteínas, representa o mecanismo de alterações e de manutenção da sinapse
(SCHUMAN et al., 2006).
Estudos demonstram que o tratamento de neurônios em cultura com
neurotransmissores, hormônios e fatores de crescimento leva a ativação enzimática
(MYNAMOTO et al., 2006). Portanto, um neurotransmissor pode regular a expressão de
diferentes tipos de receptores, proporcionando a manutenção da homeostase da sinapse.
3
Esse mecanismo tem sido demonstrado com o uso de antagonistas de neurotransmissores
excitatórios (SHUMAN et al., 2006).
Segundo IZQUIERDO & MAGAUCH (2000), a indução da potenciação de
longa duração requer a ativação dos receptores glutamatérgicos como o amino-hidroxi-
metil-propionico (AMPA), o N-metil-Daspartato (NMDA) e os metabotrópicos (mGlur),
juntamente com um aumento na concentração intracelular do íons cálcio [Ca2
+
]i que
levará a ativação de proteínas quinases dependentes de cálcio.
Por conseguinte, a síntese de proteínas atua na manutenção tanto da LTP como
da LTD através da regulação de receptores ionotrópicos. Isso foi demonstrado em
culturas de neurônios hipocampais, onde a administração de agonistas do receptor
mGluR induziu uma rápida endocitose do receptor glutamatérgico ionotrópico pós-
sináptico, como receptores AMPA e NMDA, resultando na diminuição no número de
receptores de superfície (SNYDER et al., 2001; XIAO et al., 2001; NOSYREVA and
HUBER, 2005).
A endocitose inicial dos receptores é independente da transição, mas a
diminuição permanente requer novas proteínas (SNYDER et al., 2001; NOSYREVA
AND HUBER, 2005). A renovação dos receptores AMPA e NMDA pós-sinápticos pode
conduzir a mudanças estruturais, como o alongamento da espinha dendrítica, que
também é iniciada pela síntese protéica estimulada pelo mGluR (VANDERKLISH &
EDELMAN, 2002).
Dentre todas as proteínas e íons, o cálcio (Ca
2+
) é um mediador onipresente das
mudanças metabólicas e de muitas sínteses celulares. No córtex cerebral, ele participa na
sinalização química primária para a indução da plasticidade, sendo amplamente aceito
4
por ser a forma básica de muitas formas de memória, aprendizagem e desenvolvimento
(YENG et al., 2004).
Assim, o aumento da [Ca2
+
]i nos neurônios desempenha um importante papel na
regulação de várias funções, com liberação de neurotransmissores, ativação de enzimas,
na expressão de genes e na plasticidade sináptica (SMITH & AUGUSTINE, 1988;
BERRIDGE, 1990, 1998; BERRIDGE et al., 1998).
Segundo DOLMESCH et al. (2001), o influxo de Ca
2+
para o citosol da célula é
responsável pelo aumento da expressão do gene fos, do fator neurotrófico derivado do
cérebro (BDNF) e Bcl-2 que são importantes para os mecanismos de memória e de
sobrevivência do neurônio, e de outras respostas adaptativas do sistema nervoso.
A atividade neuronal também pode estimular o aumento da [Ca2
+
]i nas células
gliais, e desta maneira, na liberação de neurotransmissores na sinapse (ARAQUE et al.,
1999; PARPUDA & HAYDON, 2000; AULD & ROBITAILLE, 2003; NEWMAN et
al., 2003).
Estudos têm descrito uma regulação dinâmica de neurotransmissores e seus
receptores pelas células gliais. Os astrócitos, que são células gliais, podem expressar
dois tipos de canais permeáveis ao Ca
2+
: o AMPA e receptores purinérgicos
(CARMIGNOTO, 2000). Entretanto, segundo TEICHBERG (1991), não existe
nenhuma evidência clara da presença dos receptores NMDA nestas células.
Para POZZAN et al. (1994), a sinalização de Ca
2+
pelos astrócitos é mediada via
receptores de proteína G, e pela ativação da fosfolipase-C que juntamente com a
produção de inositol trifosfato (IP3), podem conduzir à liberação de Ca
2+
pelo retículo
endoplasmático (ER). Ainda, segundo os autores o ER que é o maior depósito de Ca
2+
5
intracelular desempenha um importante papel no controle da homeostáse do Ca
2+
intracelular, pois além possuir canais específicos que liberam o Ca
2+
para o citosol, este
também possuem bombas que seqüestram este íon para seu interior.
Outra forma de causar oscilações na [Ca
2+
]i é a ausência de Ca2
+
extracelular
(JENSEN & CHIU, 1991) este mecanismo demonstra que astrócitos possuem um
organizado sistema para a liberação do Ca
2+
, que pode ser regulado por depósitos
intracelulares como o ER.
O Ca2
+
é capturado para o citosol ou liberado para o meio extracelular pelas
bombas Ca2
+
-ATPases da membrana celular, e como descrito anteriormente o ER
também possui este mecanismo para regular a liberação de Ca
2+
no interior da célula
(FINKBEINER, 1995).
A atividade da bomba Ca2
+
-ATPases no ER é determinada pelo aumento deste
íon no seu interior, já na membrana plasmática a troca de Na
+
(potássio)/ Ca
2+
é
determinada pelos seus gradientes. O aumento nos níveis de Na
+
no citosol pode
deprimir ou inverter o transporte de Ca
2+
(CARMIGNOTO, 2000).
A presença de canais de Ca
2+
operados por voltagem (Ca
2+
VOCs) foi
demonstrada pelo registro de correntes de Ca
2+
tipo-L sensíveis à nifedipina (MAC
VICAR e TSE, 1988; VERKHRATSKY et al., 1990). Entretanto, a expressão destes
canais não constitui uma propriedade fisiológica do astrócito (CORVALAN et al.,
1990).
Outros trabalhos ajudam a elucidar os mecanismos envolvidos na oscilação da
[Ca
2+
]i no astrócito provocada pelo glutamato. Eles mostram que a ativação dos subtipos
1 e 5 de receptores metabotrópicos de glutamato (mGluR1 e mGluR5, respectivamente)
6
nos astrócitos desencadeiam a cascata de IP3/Ca2
+
que irá induzir o aumento na [Ca
2+
]i.
Entretanto, parece que apenas a ativação mGluR5 evoca a oscilação de [Ca
2+
]i
(KAWABATA et al., 1996).
SCHUBERT et al. (1997), constataram que a adenosina possui um efeito protetor
em neurônios e células gliais em eventos isquêmicos, pois são um excelente
neutralizador do influxo de Ca
2+
, pelos canais NMDA. Já RAVAL et al. (2003), ao
estudarem a atuação deste íon e da proteína quinase C (PKC) na isquemia cerebral
averiguaram que esta desempenha um papel importante nos mecanismos de
neuroproteção, onde controla a [Ca
2+
]
i
. Este efeito foi comprovado com a administração
de um antagonista desta proteína que inibiu o efeito neuroprotetor. Assim, um aumento
abusivo na [Ca
2+
]
i
está relacionado a evento neurotóxicos. Um dos mecanismos
utilizados pelas células do SN para controlar a concentração do Ca
2+
intracelular e
mantê-la em níveis normais é a ligação deste íon com proteínas específicas altamente
dependentes dele.
1.2 Proteínas ligantes de Cálcio
O citosol apresenta proteínas que possuem uma alta afinidade ao Ca
2+
, proteínas
estas que modulam as ações intracelulares deste íon e que recebem o nome de proteínas
ligantes de cálcio (CaBP) (BAIMBRIGE et al, 1992; REN & RUDA, 1994).
As proteínas ligantes de Ca
2+
foram originalmente descobertas no intestino de
galinhas (WASSERMAN et al., 1966; WASSERMAN et al., 1973), e em seguida
descritas em outros tipos de tecidos, incluindo o sistema nervoso central (SNC), onde
são altamente distribuídas em áreas distintas (BAIMBRIDGE et al., 1981;
7
BAIMBRIDGE et al., 1982; CELIO et al., 1981). Dentre elas destacam-se a calbindina,
a parvalbumina e a proteína S100β.
A calbindina desempenha um papel primordial na regulação da concentração
intracelular do Ca
2+
e é expressa em populações específicas do SNC (YENARI et al.,
2001; GOODMAN et al., 1993). Na medula espinal ela está presente na substância
cinzenta, encontrada nas lâminas: I, II, IV, VII, VIII e X de Rexed e também no
núcleo intermédio lateral (ANTAL et al., 1990; CELIO, 1990; REN & RUDA, 1994).
Estudos demonstram que a calbindina apresenta um efeito de proteção em
neurônios em processos de isquemia ou de excitotoxicidade, sendo que durante esses
processos, ela é expressa pelos neurônios e também pelos astrócitos (BAIMBRIGE et
al., 1992; GOODMAN et al., 1993; TOYOSHIMA et al., 1996; YENARI et al.,
2001).
LEE e col. (2005), detectaram calbindina imunorreativa na lâmina basal de
microvasos de coelhos, após 30 minutos de isquemia. Dessa maneira, os autores
sugestionam que uma expressão ectópica na expressão da calbindina na lâmina basal
pode estar associada com o tamponamento de cálcio para o interior da célula
endotelial após isquemia e, por conseguinte, desempenhado um papel neuroprotetor.
Já Fallah e col. (1999), descreveram que o aumento na expressão da
calbindina na medula espinal, após axotomia dos nervos ulnar e mediano, não é
suficiente como resposta neuroprotetora para os motoneurônios em animais jovens.
A outra CaBP é parvalbumina (PV) que na medula espinal é altamente
expressa na região dorso medial do corno posterior, parte interna da lâmina II de
Rexed, núcleos basilar interno e cervical medial da substância cinzenta, no fascículo
8
grácil cuneiforme e em neurônios GABAérgicos (ANTAL et al., 1990; CELIO, 1990;
REN & RUDA, 1994).
Estudos demonstram que uma elevada expressão da PV nos neurônios da
medula espinal na fase mais tardia do desenvolvimento, pelo menos em parte, é
dependente de suas conexões com córtex durante o desenvolvimento (CLOWRY et
al., 1997; GIBSON et al., 2000). GIBSON & CLOWRY (2001) descreverem que este
mecanismo pode ser retardado, mas não abolido pela administração de bloqueadores
dos receptores NMDA. Outro pesquisador, CELIO (1990) ainda descreveu que a PV
é predominantemente expressa por neurônios inibitórios no SNC, sugerindo assim
uma importante projeção córtico-espinal para as vias inibitórias.
Segundo GIBSON et al. (2000), a medula espinal apresentou aumento da
imunorreatividade à PV durante atividade neuronal após estímulo lesivo do córtex
motor, sugerindo que esses circuitos espinais desenvolvem duradoura alteração no
arranjo da atividade neuronal em resposta a lesão cortical prematura, no entanto esse
efeito plástico é perdido no animal maduro.
Já a proteína S100 é uma CaBP inicialmente descrita em astrócitos
(LUDUIWN et al., 1976; COCCHIA, 1981), e o seu nome refere-se a sua fração
subcelular que contem três formas diméricas obtidas pela combinação de duas
cadeias, a –α e a –β, que formam a S100α (dímeros α α), a S100α (dímeros α β) e
S100 β (dímeros β β) (ZIMMER et al., 1995).
Segundo XIONG et al. (2000), a proteína S100β pode sutilmente influenciar
na transmissão sináptica, pois um distúrbio na onda de Ca
2+
, resultado pela ausência
desta proteína S100β, pode sutilmente influenciar na transmissão sináptica. Desse
9
modo, acredita-se que ela também desempenhe um papel importante na manutenção
da homeostase do Ca
2+
nos astrócitos do SNC.
A proteína S100β tem sido implicada na fosforização de proteínas, no
dinamismo do citoesqueleto, no ciclo celular. (SCHAFER e HEIZMANN, 1996;
DONATO, 1999). Estando associada aos processos de plasticidade e de trofismo do
SNC. Portanto, desempenha um importante papel nos eventos relacionados à
manutenção e reparo neural após danos cerebrais. (GOMIDE et al., 1999; CERUTTI
et al., 2000; XIONG et al., 2000).
No sistema nervoso central a proteína S100β é abundante e é liberada no
espaço extracelular pelos astrócitos onde atuará de maneira autócrina sobre estás
células e de forma parácrina nos neurônios (KLIGMAN e MARSHAK, 1985; VAN
ELDIK e ZIMMER, 1987; WINNINGHAM-MAJOR et al., 1989).
Concentrações nanomolar desta proteína no meio extracelular têm sido
apresentadas por aumentar a sobrevivência e o crescimento neuronal via ativação do
fator de transcrição NF-κB, e por aumentar a atividade de quinases reguladas por
sinal extracelular (ERK) ( ALEXIANIAN e BANURG, 1999; GONSALVES et al.,
2000).
HUTTUNEN et al. (2000) sugestionam que a interação da proteína S100β
com o receptor de superfície RAGE pode induzir o crescimento de fibras e mediar os
eventos relacionados a sobrevida neuronal pela ativação de NF-κB e aumento na
expressão da proteína anti-apopitótica Bcl-2.
A literatura apresenta uma forte relação entre a proteína S100β e o fator de
crescimento de fibroblasto tipo 2 (FGF-2), pois além de promover a sobrevivência
10
neuronal e o crescimento de neuritos, (BARGER & VAN ELDIK, 1992; GRIFFIN et
al., 1995), ambas promovem gliogênese e angiogênese (DUNN et al., 1987; REEVES
et al., 1994).
Em nosso laboratório também temos observado que esta relação pode ser
relevante para manutenção e reparo após lesão do sistema dopaminérgico e da medula
espinal, expondo assim uma possível ação parácrina de neuroproteção do astrócito
reativo, mediada pelo S100β e FGF-2 (CHADI & GOMIDE, 2004; DO CARMO
CUNHA et al., 2007).
IWASAKI et al. (1997) demonstraram que a administração exógena de S100β,
em ratos axotomizados, promoveu uma sobre vida aos neurônios motores da medula
espinal, sugerindo assim, que a proteína S100β atue como um fator neurotrófico in
vivo nesta população de neurômios.
1.3 Atividade Física e Neuroplasticidade
O trofismo e a plasticidade celular no tecido nervoso também são
influenciados pela atividade neuronal. Sabe-se que neurônios estimulados pela
atividade eletrofisiológica acionam sinais intracelulares, estes conduzem à produção
de proteínas que atuam como fatores de transcrição. Estas proteínas têm a função de
iniciar ou inibir a expressão de genes específicos que participam das respostas
tróficas e da plasticidade do sistema nervoso (HERDEGEN & LEAH, 1998).
Assim, trabalhos têm demonstrado que a ativação neuronal responde a
estímulos fisiológicos como a estimulação tátil e luminosa; a exposição ao ambiente
enriquecido que contém objetos para exploração e equipamentos de entretenimento; e
11
a atividade física na roda de correr (CASTREN et al., 1993; SCHOUPS et al.,1995;
ROCAMORA et al., 1996; KESSLAK et al., 1998).
Segundo ENDRES et al. (2003), dentre os diversos estímulos, a atividade
física espontânea na roda de corrida é a mais utilizada, pois descarta variáveis
associadas ao estresse, como observado na atividade física forçada em esteira de
corrida, além de permitir a fácil mensuração da quantidade de estímulo.
Estudos clínicos demonstram que atividade física pode estar relacionada com
a melhora da cognição e da memória (CLARKSON-SMITH & HARTLEY, 1989;
GLESER & MENDELBERG, 1990), podendo prevenir os declínios do sistema
nervoso relacionados ao envelhecimento (HILL et al., 1993; BLOMQUIST E
DANNER, 1987; ROGERS et al., 1990; KRAMER et al., 1999).
A literatura ainda apresenta que a falta de atividade física associada com um
estilo de vida sedentário ainda pode contribuir com os riscos de doenças
cardiovasculares, diabete tipo II, osteoporose, câncer e depressão, sendo que a pratica
de atividade física reduz o risco dessas doenças (DISHMAN et al., 2006).
Os benefícios da atividade física podem ser observados em pacientes com
lesão da medula espinal, onde estes foram submetidos a um programa de treinamento
e apresentaram uma melhora na marcha residual (FUNG et al., 1990; WERNIG et al.,
1995; HARKEMA et al., 1997; HARKEMA, 2001). Estes resultados podem estar
relacionados ao aumento de proteínas tróficas na medula espinal após atividade física
(GOMEZ-PINILLA et al., 2001; GOMEZ-PINILLA et al., 2002).
Experimentos demonstram que a atividade física está envolvida nos eventos
relacionados ao aumento na expressão do mRNA dos fatores neurotróficos como
12
neurotrofina-3 (NT-3), fator neurotrófico derivado do cérebro (BDNF), fator de
crescimento de nervo (NGF) e do FGF-2; além de outras proteínas relacionadas à
plasticidade do sistema nervoso (NEEPER et al., 1995; NEEPER et al., 1996;
GOMEZ-PINILLA et al., 1997; GOMEZ-PINILLA et al., 19998; OLADEHIN &
WATERS, 2001; TONG et al., 2001; GOMEZ-PINILLA et al., 2002; MONTENI et
al., 2002; YING et al., 2003; YING et al., 2005).
Entretanto os trabalhos sobre a influência da atividade física sobre os ligantes
de cálcio no sistema nervoso são poucos. Em estudo pioneiro ARIDA et al. (2004)
observaram uma forte imunorreatividade para a parvalbumina no giro denteado de
ratos submetidos à atividade de física voluntária, sugerindo dessa forma, que a
atividade física voluntária leva à alterações plásticas na formação do hipocampo. No
entanto a parvalbumina nesse trabalho foi considerada apenas como marcador
morfológico.
Já, MUSSACK et al. (2003) estudaram a expressão da proteína S100β no
sistema vascular de jovens jogadores de futebol. Eles observaram que o aumento nos
níveis desta proteína em atletas entre 12-13 e 14-15 anos de idade é relativamente
maior que nos jogadores com média de idade de 16-17 anos. Assim os autores
sugerem que a proteína S100β transportada pelo sistema vascular é de extrema
importância para os mecanismos de plasticidade e de proteção do SNC.
DIETRICH et al. (2003) também observaram um aumento nos níveis da
proteína S100β no sistema vascular em atletas nadadores. Entretanto, estes estudos
não foram realizados no SNC e sim no sistema vascular periférico, e os autores
apenas sugerem a possível ação desta proteína no SNC após atividade física.
13
Assim, devido ao importante papel das proteínas ligantes de Ca
2+
no controle
da homeostase deste íon, bem como nos mecanismos de plasticidade, de proteção e de
trofismo do SNC, este trabalho tem como objetivo estudar a imunorreatividade destas
proteínas na medula espinal de ratos submetidos à atividade física espontânea na roda
de corrida.
14
OBJETIVOS
15
2. OBJETIVOS
Analisar e quantificar as modificações das imunorreatividades dos ligantes de
Ca
2+
neuronais (parvalbumina, calbindina) e astrocitário (proteína S100β) em áreas
específicas da medula espinal do rato, após 4 e 14 dias de atividade física espontânea
realizada na roda de corrida.
16
MATERIAIS E MÉTODOS
17
3. MATERIAIS E MÉTODOS
3.1 Regime da Atividade Física Espontânea na roda de corrida
Ratos Wistar, machos, jovens (10 semanas de idade), foram mantidos sob
condições constantes de temperatura e umidade, com ciclo claro e escuro regular e
acesso livre à ração e água. Após um período de acomodação no biotério aclimatizado,
os animais foram submetidos à atividade física espontânea na roda de corrida.
Durante os períodos de exercício, os ratos foram acomodados em caixas de
polipropileno específicas para essa espécie de animal. No interior dessas caixas, foram
colocadas as rodas de corrida com diâmetro de 34,5 cm.
Medidas do deslocamento das rodas foram registradas por 12 horas em um
programa específico de computador (Oxymax Deluxe System). Todos os ratos foram
submetidos a um treinamento de três dias na roda para possibilitar que eles ganhassem a
destreza necessária a esse tipo de atividade e reduzir, dessa forma, o efeito do período de
aprendizagem e acomodação que pudesse interferir na fase experimental. Depois do
treinamento, os ratos foram colocados em caixas padrão, desprovidas da roda por 10
dias, para atenuar qualquer efeito fisiológico do período anterior. Grupos de animais
foram colocados por 4 ou 14 noites nas caixas com rodas de corrida. Animais controles
foram colocados em caixas individualizadas e desprovidos das rodas nos mesmos
períodos que os animais experimentais. Ao término deste período, os animais foram
processados para análise imunohistoquímica da medula espinal como será descrito a
seguir e o total do percurso do animal foi registrado em cada noite.
A
B
Figura 01: Sistema de atividade física espontânea na roda de corrida. Em menor
aumento, o computador (embaixo a esquerda) e as caixas com os animais sedentários
(canto superior a direita) e os treinados (inferior a direita) (A). Em grande aumento
apresenta como os amimais ficam acomodados dentro da caixa de polipropileno que
contem a roda de corrida (B).
18
19
Esse protocolo de atividade física demonstrou não exercer estresse tecidual ao
rato. E também foi publicado em vários trabalhos na literatura que estuda o efeito da
atividade física espontânea nesse tipo de animal (FORDYCEE & WEHNER, 1993;
NEEPER et al, 1995; NEEPER et al 1996; GÓMEZ-PINILLA et al, 1997; GÓMEZ-
PINILLA et al, 1998).
3.2 Grupos experimentais
Os ratos foram divididos em dois grupos, como já mencionados no item 3.1 do
material e método: animais do grupo EFEITO PRECOCE foram sacrificados na manhã
após a 4
a
noite do término do período de atividade física na roda; e animais do grupo
EFEITO PROLONGADO foram sacrificados na manhã seguinte à 14
a
noite de atividade
física na roda de corrida.
3.3 Eutanásia dos animais
Após os períodos de 4 e 14 dias os ratos foram submetidos a eutanásia por meio
de uma perfusão transcardíaca de solução salina (0.9%) e solução fixadora. A solução
fixadora é uma solução modificada de ZAMBONI & DE-MARTINO (1967) que
consiste de 4% paraformaldeído diluído em tampão fosfato (0.1M, PH 7,4) de ácido
pícrico saturado. As medulas espinais foram rapidamente removidas e pós-fixadas na
mesma solução fixadora durante 90 minutos e em seguida, lavadas em uma solução de
sacarose (10%) dissolvida em tampão fosfato por 48 horas. As medulas espinais foram
congeladas com isopentano e gelo seco (-45°) e armazenadas em freezer -70º C até a
utilização.
20
3.4 Processamento tecidual e regiões a serem estudadas
Os segmentos congelados das medulas espinais foram seccionados em cortes
seriados transversais de 20 µm. Os cortes congelados foram efetuados num criostato
Leica, modelo CM3000 (Alemanha) com temperatura fixa entre -16˚C e -20˚C, e em
seguida, processados em lâminas para imuno-histoquímica. Com um início aleatório, as
secções de toda a medula espinal foram amostradas sistematicamente, à cada 100
secções, em ordem rostro-caudal, foram então obtidas.
3.5 Imuno-histoquímica
3.5.1. Marcadores imuno-histoquímicos
Os seguintes marcadores foram utilizados (anticorpos primários):
a. Parvalbumina. Anticorpo monoclonal anti-parvalbumina produzido em
camundongo, é derivado de hibridoma produzido pela fusão de células de mieloma e
esplenócitos imunizados de camundongo (Sigma, USA).
b. Calbindina. Anticorpo monoclonal anti-calbindina D derivado de fluído ascítico de
camundongo (Sigma, USA).
c. Proteína S100. Anticorpo policlonal feito em coelhos contra a proteína S100 de vaca
(Sigma, USA).
3.5.2 Marcação imuno-histoquímica
O método imuno-histoquímico foi descrito com detalhes por CHADI et al.,
1993a, b, c; CHADI et al., 1994; HUMPEL et al., 1994. As secções foram incubadas por
48 horas, sob agitação, a 4˚C com um dos marcadores imunohistoquímicos descritos
anteriormente (item 3.5.1 de material e método). O sistema da imunoperoxidase indireta
21
empregando a avidina-biotina (ABC) (HSU et al., 1981; Vectastain, EUA) foi usado
com a 3-3’-diaminobenzidina tetrahidroclorido (DAB) como cromógeno (Sigma, EUA).
Depois de lavadas em tampão fosfato, as secções foram incubadas com imunoglobulinas
biotiniladas (Vector, EUA, diluído 1:200) por uma hora. Essas imunoglobulinas foram
obtidas de ovelha ou cavalo e produzidas contra anticorpos de animais em cujos os
anticorpos primários foram retirados. Os anticorpos foram diluídos em tampão fosfato
contendo 0.3 % Triton X-100. Numa terceira incubação a avidina e uma peroxidase
biotinilada foram introduzidas (Vectastain, Vector, EUA; ambas diluídas 1:100) durante
45 minutos. A reação foi completada com 0.03% de DAB (Sigma) como cromógeno e
H
2
O
2
(Sigma) durante 6 minutos. Os procedimentos imuno-histoquímicos foram
uniformizados. Assim, foram considerados: o ponto de saturação do DAB, a diluição do
anticorpo primário longe da saturação e um tempo de incubação ajustado de tal modo
que os elementos mais escuros das secções medulares estivessem inferiores a saturação
(ZOLI et al., 1990).
As secções obtidas por esse método e marcadas com os anticorpos descritos
anteriormente foram submetidas à análise semi-quantitativa morfométrica e
microdensitométrica das marcações intracelulares.
3.6 Quantificação pela análise semiquantitativa morfométrica e microdensitométrica
das imunorreatividades
As imunorreatividades das proteínas S100β, parvalbumina e calbindina foram
quantificadas em áreas específicas da substância branca e cinzenta da medula espinal
através da análise de imagem. Os procedimentos de análises semi-quantitativas
microdensitométricas foram realizadas num analisador de imagem KS400 (Kontron,
Alemanha) acoplado a uma câmara montada em um microscópio Zeiss. A imagem foi
obtida das secções através da câmara e projetada em um monitor. Campos de área
22
definidos foram selecionados de regiões específicas da substância branca e cinzenta da
medula espinal, bilateralmente, em secções da intumescência cervical, do nível torácico
e intumescência lombar. Após a correção do sombreamento, alguns procedimentos de
discriminação foram realizados: os valores médios dos tons de cinza (MGV), assim
como o erro padrão da média (e.p.m.) dos valores médios dos tons de cinza obtidos da
substância branca desprovida de marcação específica serão medidos. Os valores de tons
de cinza mais escuro que o background MGV-3 s.e.m foram considerados como
marcação específica e, deste modo, discriminados. Os MGV específicos (sp) foram
definidos como a diferença entre os MGV do background e os MGV dos perfis
discriminados. Os MVG da lâmina foram mantidos constante em 200. Este
procedimento foi repetido para cada secção, no intuito de corrigir as medidas de cada
marcação específica em relação aos valores do seu próprio background (CHADI el al.,
1993a, CHADI et al., 1993b). O tamanho dos campos de quantificação foi de 2,8 x 10
6
µm
2
. A área total e a média dos spMGV dos perfis imunorreativos foram obtidos dentro
dos campos de quantificação. A medida morfométrica (área) e microdensitométrica
(spMGV) indicou a quantidade de perfis imunopositivos e a intensidade de
imunomarcação, respectivamente.
As áreas estabelecidas para quantificação dessas proteínas foram baseadas na sua
localização morfológica em níveis cervical, torácico e lombar. Assim, a
imunorreatividade para proteína calbindina foi realizada nas lâminas I e II de Rexed
(corno posterior) e no núcleo espinal lateral. Para proteína parbalbunina as áreas
estipuladas foram as laminas IIb e III de Rexed (corno posterior), e também no fascículo
cuneiforne, o corno anterior e o núcleo dorsal. Já as áreas definidas para a proteína
S100β foram o corno anterior e os funículos lateral e posterior.
Figura 02: Esquema representa as áreas quantificadas para as proteínas calbindina (A),
parvalbumina (B) e S100β (C), no núcleo espinal lateral (NEL), no corno posterior (CP),
no fascículo cuneiforme (FC), no núcleo dorsal (ND), no corno anterior (CA), no
funículo posterior (FP) e no funículo lateral (FL).
23
24
3.7 Análise estatística
Os dados quantitativos das imunorreatividades nos grupos analisados foram
comparados estatisticamente pelo teste de Mann Whitney U (HOLLANDER &
WOLFE,1973).
25
RESULTADOS
26
4. RESULTADOS
4.1 Análise tecidual qualitativa e quantitativa
4.1.1 Análise da imunorreatividade para visualização da proteína calbindina:
A imunorreatividade à proteína calbindina foi encontrada no corpo de neurônios,
em terninais sinápticos das lâminas I e II de Rexed, em fibras e terminais do núcleo
espinal lateral, e em interneurônios da substância cinzenta da medula espinal, nos níveis
cervical, torácico e lombar.
As análises morfométrica e microdensitométrica do corno posterior, em nível
torácico, mostraram uma diminuição de 51,75% e de 16,07%, respectivamente, nos
animais treinados quando comparados ao grupo sedentário, após 14 dias de atividade
física (tabela 01, figuras 03 e 04). Efeito semelhante observou-se no núcleo espinal
lateral; e o grupo que treinou durante 14 dias na roda de corrida, apresentou uma
diminuição na área de imunorreatividade 47,06% em relação ao seu grupo controle
(tabela 01, figuras 03 e 04).
Em nível lombar, a análise morfométrica do corno posterior mostrou uma
diminuição na área imunorreativa do grupo treinado de 30,84% em comparação ao
grupo sedentário, após 14 dias de treinamento na roda de corrida (tabela 01, figuras 03 e
04).
Tabela 1. Análise da imunorreatividade da proteína calbindina na medula espinal
4 dias 14 dias
Sedentário Treinado Sedentário Treinado
Cervical
Análise morfométrica
Corno posterior
Núcleo espinal lateral
Análise
microdensitométrica
Corno posterior
Núcleo espinal lateral
907,9 ±150,8
865 ±180,7
100 ±6,501
92,03 ±6,966
1164 ±116,6
887,4 ±107,6
109,1 ±5,664
91,11 ±7,389
916,5 ±69,84
675,5 ±161,7
109,5 ±3,775
94,06 ±3,701
1025 ±188,6
679,5 ±95,32
103,6 ±3,919
89,14 ±4,921
Torácico
Análise morfométrica
Corno posterior
Núcleo espinal lateral
Análise
microdensitométrica
Corno posterior
Núcleo espinal lateral
1202 ±166,9
814,5 ±140,9
107,6 ±5,703
92,52 ±6,004
1385 ±96,1
846,5 ±150,5
96,35 ±5,878
85,04 ±3,636
1339 ±60.54
707,6 ±57,28
107,2 ±3,385
86,81 ±4,427
646 ±98,73***
374,3 ±92,23***
89,97 ±3,491**
72,46 ±4,709
Lombar
Análise morfométrica
Corno posterior
Núcleo espinal lateral
Análise
microdensitométrica
Corno posterior
Núcleo espinal lateral
1464 ±128,2
1331 ±84.46
110,9 ±4,275
99,92 ±5,636
1505 ±141,7
1116 ±119,9
102,2 ±7,151
96,24 ±10,45
1320 ±87,03
1215 ±113,5
100,3 ±2,475
80,48 ±5,269
912,8 ±48,7**
1052 ±112,1
103,3 ±5,636
87,1 ±7,09
Médias e e.p.m. das áreas e dos valores médios dos tons de cinza específicos (spMGV)
da imunorreatividade da proteína calbindina, obtidos por análise de imagem em áreas
específicas do corno posterior e núcleo espinal lateral, nos níveis cervical, torácico e
lombar de ratos submetidos à atividade física espontânea na roda de corrida,
respectivamente, por 4 e 14 dias (grupo treinado) e ratos que não realizaram atividade
física (grupo sedentário).
27
Sedentário
Treinado
Calbindina
Área
CI cpTI cp CT c
p
TT c
aCI n
TI neCT n
e
TT n
0
600
1200
1800
μ
m
2
A
spM GV
CI cpTI cp CT c
TT c
aCI n
e
TI neCT n
e
TT n
0
50
100
150
B
Cervical
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
Área
CI cpTI cp CT c
TT c
p
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TI neCT n
TT n
e
0
600
1200
1800
C
μ
m
2
spMGV
CI cpTI cp CT c
p
TT c
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TI neCT n
TT n
e
0
50
100
150
D
Torácico
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
Área
CI cpTI cp CT c
p
TT c
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TI neCT n
e
TT n
0
600
1200
1800
E
μ
m
2
spMGV
CI cpTI cp CT c
p
TT c
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TI neCT n
TT n
e
0
50
100
150
F
Lombar
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
Sedentário
Treinado
Sedentário
Treinado
Calbindina
Área
CI cpTI cp CT c
p
TT c
aCI n
TI neCT n
e
TT n
0
600
1200
1800
μ
m
2
A
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TT c
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e
TI neCT n
e
TT n
0
50
100
150
B
Cervical
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
Área
CI cpTI cp CT c
p
TT c
aCI n
TI neCT n
e
TT n
0
600
1200
1800
μ
m
2
A
spM GV
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TT c
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e
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0
50
100
150
B
Cervical
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
nel
Área
CI cpTI cp CT c
TT c
p
aCI n
TI neCT n
TT n
e
0
600
1200
1800
C
μ
m
2
spMGV
CI cpTI cp CT c
p
TT c
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TI neCT n
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e
0
50
100
150
D
Torácico
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
Área
CI cpTI cp CT c
TT c
p
aCI n
TI neCT n
TT n
e
0
600
1200
1800
C
μ
m
2
spMGV
CI cpTI cp CT c
p
TT c
aCI n
TI neCT n
TT n
e
0
50
100
150
D
Torácico
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
nel
Área
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p
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600
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μ
m
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spMGV
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p
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TI neCT n
TT n
e
0
50
100
150
F
Lombar
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
Área
CI cpTI cp CT c
p
TT c
aCI n
TI neCT n
e
TT n
0
600
1200
1800
E
μ
m
2
spMGV
CI cpTI cp CT c
p
TT c
aCI n
TI neCT n
TT n
e
0
50
100
150
F
Lombar
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
cp
4d
14d
cp
4d
14d
nel
4d
14d
nel
Figura 03: Gráficos das médias e.p.m. das áreas (A,C,E) e dos valores médios dos tons
de cinza específicos (spMGV, B,D,F) da imunorreatividade da proteína calbindina
obtidos por análise de imagem em áreas específicas do corno posterior (cp) e núcleo
espinal lateral (nel), nos níveis cervical, torácico e lombar de ratos após 4 e 14 dias de
atividade física espontânea na roda de corrida (grupo treinado) e ratos não submetidos à
atividade física (grupo sedentário). Teste de Mann Whitney U; ÌÌ=p<0,01;
ÌÌÌ=p<0,001.
28
Figura 04: Fotomicrografias das imunorreatividades da proteína calbindina nas lâminas I
e II de Rexed (corno posterior) (A, B, E, F) e no núcleo espinal lateral (C e D) da
medula espinal, em nível torácico (A,B,C, D) e em nível lombar (E e F), de ratos
submetidos à atividade física voluntária na roda de corrida (grupo treinado, B, D e F) e
ratos não submetidos atividade física (grupo sedentário, A, C e E) por um período de 14
dias. Corpos de neurônios (setas fechada), terminais sinápticos (setas pequenas), axônios
(cabeça de setas). Barra = 20µm.
29
30
4.1.2 Análise da imunorreatividade da proteína parvalbumina:
A imunorreatividade à proteína parvalbumina foi encontrada no corno posterior,
nas lâminas II e III de Rexed, no corno anterior, núcleo dorsal (coluna de Clark), nas
lâminas V e VI de Rexed e no fascículo cuneiforme, nos níveis cervical, torácico e
lombar.
No nível cervical a análise morfométrica no corno posterior, do grupo que
realizou atividade física voluntária na roda por 4 dias, demonstrou um aumento na
imunorreatividade (p<0,05) de 22,22% em relação ao seu controle (tabela 02, figuras 05
e 06).
No nível torácico, a análise morfométrica do fascículo cuneiforme mostrou uma
diminuição na área imunorreativa (p<0,001) de 70% no grupo treinado quando
comparados ao grupo sedentário após 4 dias de atividade física (tabela 02, figuras 05 e
06). Efeito semelhante observou-se após 14 dias de atividade física, onde o grupo
treinado apresentou uma diminuição (p<0,001) de 46,13% quando comparado ao grupo
sedentário (tabela 02, figuras 05 e 06).
Ainda no nível torácico, a análise morfométria, no núcleo dorsal, do grupo
submetido à atividade física voluntária por 4 dias apresentou um aumento na área
imunorreativa (p<0,001) de 43,56% em relação ao sedentário (tabela 02, figuras 05 e
06). Efeito semelhante foi observado após 14 dias de atividade física, onde o grupo
treinado apresentou um aumento (p<0,001) de 55,25% em comparação ao grupo
sedentário (tabela 02, figuras 05 e 06).
Já no nível lombar, a análise morfométrica do corno posterior, após 4 dias de
atividade física, o grupo treinado apresentou um aumento na área imunorreativa
(p<0,05) de 28,7% quando comparado ao sedentário (tabela 02, figuras 05 e 07). O
mesmo aumento ocorreu no período de 14 dias, onde o grupo treinado apresentou um
31
aumento (p<0,05) de 16,75% em relação ao sedentário (tabela 02, figuras 05 e 07). Já na
análise microdensitométrica, o grupo treinado apresentou uma diminuição no spMGV
(p<0,01) de 12,6% em relação ao sedentário após 4 dias de atividade física (tabela 02,
figuras 05 e 07).
Tabela 2. Análise da imunorreatividade da proteína parvalbumina na medula espinal
4 dias 14 dias
Sedentário Treinado Sedentário Trei
Cervical
Análise morfométrica
Corno posterior
nado
Fascículo cuneiforme
Corno anterior
Análise
microdensitométrica
Corno posterior
Fascículo cuneiforme
Corno anterior
1116 ±112
286,3 ±32,36
1342 ±109
103,6 ±3.606
98,09 ±3,944
96,47 ±4,645
1364 ±74,76 *
203,7 ±32,03
1374 ±73,84
107,1 ±4,394
100,2 ±3,944
97,11 ±3,617
1448 ±68,74
335,4 ±52,23
1353 ±50,84
126,8 ±7,927
107,7 ±4,022
114 ±8,577
1426 ±98,35
418,7 ±53,11
1325 ±51,7
125,1 ±9,690
112,7 ±7,126
104,1 ±7,708
Torácico
Análise morfométrica
Corno posterior
Fascículo cuneiforme
Corno anterior
Núcleo dorsal
Análise
microdensitométrica
Corno posterior
Fascículo cuneiforme
Corno anterior
Núcleo dorsal
1310 ±84,84
844,7 ±53,61
1343 ±72,33
871,4 ±60,86
111,3 ±3,310
89,35 ±2,722
99,79 ±3,14
109,2 ±3,418
1209 ±62,91
253,4 ±50,40***
1303 ±72,33
1251 ±35,50***
112,7 ±4,746
94,21 ±5.568
97,91 ±5,204
100,5 ±3,875
1350 ±53,2
721,6 ±49,3
1449 ±50,69
940,4 ±30,69
126,4 ±10,61
100,5 ±7,870
111,4 ±5,307
123,3 ±6,835
1419 ±55,65
388,7 ±77,99***
1395 ±25,2
1460 ±55,40***
136,5 ±5,568
110,7 ±6,937
124,2 ±4,865
127,1 ±5,314
Lombar
Análise morfométrica
Corno posterior
Corno anterior
Análise
microdensitométrica
Corno posterior
Corno anterior
1080 ±31,78
1326 ±51,33
116,7 ±2,658
90,87 ±3,004
1390 ±78,25*
1163 ±47,61
102 ±3,814**
92,29 ±5,286
1146 ±33,42
1213 ±57,12
123,3 ±5,343
93,53 ±12,11
1338 ±48,29*
1216 ±18,97
125,9 ±7,452
110 ±4,777
Médias e e.p.m. das áreas e dos valores médios dos tons de cinza específicos (spMGV)
da imunorreatividade da proteína parvalbumina obtidos por análise de imagem em áreas
específicas do corno posterior (cp) e do núcleo espinal lateral (nel), nos níveis cervical,
torácico e lombar de ratos submetidos à atividade física espontânea no roda de corrida,
respectivamente, por 4 e 14 dias (grupo treinado) e ratos não submetidos a atividade
física (grupo sedentário).
32
Sedentário
Treinado
Cervical
Parvalbumina
Torácico
Lombar
Área
CI
c
TI
c
CT TT a CI
f
TI f
c
CT TT b CI
c
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CT TT
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600
1200
1800
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m
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c
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CT TT a CI
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1200
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1200
1800
μ
m
2
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p
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μ
m
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fc
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14d
nd
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14d
nd
4d
14d
c
p
4d
14d
ca
4d
14d
c
p
4d
14d
ca
Sedentário
Treinado
Cervical
Parvalbumina
Torácico
Lombar
Sedentário
Treinado
Sedentário
Treinado
Cervical
Parvalbumina
Torácico
Lombar
Área
CI
c
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c
CT TT a CI
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1200
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m
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100
150
B
Área
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c
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CT TT a CI
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600
1200
1800
A
μ
m
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50
100
150
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1200
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100
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T
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600
1200
1800
C
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m
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100
150
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1200
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μ
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μ
m
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fc
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cp
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cp
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fc
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14d
ca
4d
14d
ca
4d
14d
nd
4d
14d
nd
4d
14d
cp
4d
14d
fc
4d
14d
ca
4d
14d
nd
4d
14d
cp
4d
14d
cp
4d
14d
fc
4d
14d
fc
4d
14d
ca
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14d
ca
4d
14d
nd
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14d
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14d
ca
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c
p
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c
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ca
4d
14d
ca
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14d
c
p
4d
14d
ca
4d
14d
c
p
4d
14d
c
p
4d
14d
ca
4d
14d
ca
Figura 05: Gráficos das médias e.p.m. das áreas (A,C,E) e dos valores médios dos tons
de cinza específicos (spMGV, B,D,F) da imunorreatividade da proteína parvalbumina
obtidos por análise de imagem em áreas específicas do corno posterior (cp), fascículo
cuneiforme (fc), corno anterior (ca) e núcleo dorsal (nd), nos níveis cervical, torácico e
lombar de ratos, após 4 e 14 dias de atividade física espontânea na roda de corrida
(grupo treinado) e ratos não submetidos a atividade física (grupo sedentário). Teste de
Mann Whitney U; Ì=p< 0,05; ÌÌ=p<0,01; ÌÌÌ=p<0,001.
33
Figura 06: Fotomicrografias das imunorreatividades da proteína parvalbumina no corno
posterior, lâmina II de Rexed, no nível cervical (A e B), e fascículo cuneiforme em nível
torácico (C, D, E e F), de ratos submetidos à atividade física voluntária na roda de
corrida (grupo treinado; B,D,F,H) e ratos não submetidos à atividade física (grupo
sedentário; A,C,E,G) por um período de 4 dias (A, B, C e D) e 14 dias (E e F). Corpos
celulares (setas fechada), prolongamentos celulares (setas abertas), axônios (cabeça de
setas), terminais sinápticos (setas pequenas) Neurônios (estrela) (Barra = 20µm).
34
Figura 07: Fotomicrografias da imunorreatividade da proteína parvalbumina no núcleo
dorsal, em nível torácico (A,B,Ce D), e no corno posterior, lâmina II de Rexed, em nível
lombar de ratos submetidos à atividade física voluntária na roda de corrida (grupo
treinado; A, C, E, G) e de ratos não submetidos atividade física (grupo sedentário; A e
B) por um período de 4 (A, B, E e F) e 14 (C, D, G e H) dias. Corpos de neurônios (setas
fechada) terminais sinápticos (setas pequenas). Barra = 20µm.
35
36
4.1.3 Análise da imunorreatividade para visualização da proteína S100β
A imunorreatividade da proteína S100β foi encontrada em corpos celulares da
substância branca e cinzenta da medula espinal.
A análise microdensitométrica do corno anterior, na região cervical, do grupo
que treinou na roda por 4 dias apresentou uma diminuição no spMGV (p<0,05) de
10,78% em relação ao grupo sedentário (tabela 03, figuras 08 e 09).
Tabela 2. Análise da imunorreatividade da proteína S100β na medula espinal
4 dias 14 dias
Sedentário Treinado Sedentário Treinado
Cervical
Análise
morfométrica
Corno anterior
Funículo lateral
Funículo posterior
Análise
microdensitométrica
Corno anterior
Funículo lateral
Funículo posterior
3202 ±229,7
2530 ±38,08
2437 ±38,1
110,5 ±3,086
106 ±3,148
102,3 ±5,199
3012 ±171
2459 ±50,45
2419 ±34,9
98,58 ±4,537*
95,21 ±4,697
93,31 ±5.077
3076 ±129,2
2510 ±58,35
2383 ±25,72
111,6 ±5,193
106,2 ±5,32
110,9 ±6,557
2829 ±86,12
2467 ±43,43
2358 ±59,77
118,6 ±2,766
109,9 ±4,599
115,7 ±2,860
Torácico
Análise
morfométrica
Corno anterior
Funículo lateral
Funículo posterior
Análise
microdensitométrica
Corno anterior
Funículo lateral
Funículo posterior
2961 ±57,71
2345 ±20,65
2302 ±18,7
101,4 ±3,511
94,55 ±5,158
95,15 ±5,793
2855 ±104,9
2302 ±2362
2268 ±15,38
102,9 ±3,533
94,2 ±3,111
102,2 ±5,135
2834 ±5058
2411 ±29,34
2316 ±35,94
120 ±3,740
105,2 ±6
106,5 ±6,49
3004 ±100.9
2397 ±20,50
2368 ±36,35
117,4 ±4,29
103 ±3,344
113,1 ±4,446
Lombar
Análise
morfométrica
Corno anterior
Funículo lateral
Funículo posterior
Análise
microdensitométrica
Corno anterior
Funículo lateral
Funículo posterior
2856 ±103
2522 ±65,58
2348 ±43,75
101,1 ±4,045
99,84 ±4,571
99,62 ±4,324
2678 ±79,56
2396 ±32,1
2246 ±21,89
91,12 ±4,626
94,98 ±5,397
98,55 ±5,345
2995 ±98,27
2478 ±51,02
2377 ±53,6
105,3 ±3,475
104,2 ±4,667
98,58 ±14,86
2897 ±80,96
2421 ±50,75
2358 ±62,83
98,05 ±5,18
100,7 ±4,324
101,5 ±3,48
Médias e e.p.m. das áreas e dos valores médios dos tons de cinza específicos (spMGV)
da imunoreatividade da proteína S100β obtidos por análise de imagem em áreas
específicas do corno posterior (cp) e do núcleo espinal lateral (nel), nos níveis cervical,
torácico e lombar de ratos submetidos à atividade física espontânea na roda de corrida,
respectivamente, por 4 e 14 dias (grupo treinado) e ratos não submetidos à atividade
física (grupo sedentário).
37
38
Sedentário
Treinado
Cervical
S100
Torácico
Lombar
Área
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c
TI
c
CT TT b CI
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fl
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Sedentário
Treinado
Cervical
S100
Torácico
Lombar
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c
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fl
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Sedentário
Treinado
Cervical
S100
Torácico
Lombar
Sedentário
Treinado
Sedentário
Treinado
Cervical
S100
Torácico
Lombar
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1000
2000
3000
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A
μ
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2
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1000
2000
3000
4000
A
μ
m
2
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0
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B
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Figura 08: Gráficos das médias e.p.m. das áreas (A,C,E) e dos valores médios dos tons
de cinza específicos (spMGV, B,D,F) da imunorreatividade da proteína S100β obtidos
por análise de imagem em áreas específicas do corno anterior (ca), funículo lateral (fl) e
funículo posterior (fp), nos níveis, cervical, torácico e lombar, após 4 e 14 dias de
atividade física espontânea na roda de corrida (grupo treinado) e ratos não submetidos a
atividade física (grupo sedentário). Teste de Mann Whitney U; Ì=p< 0,05.
Figura 09: Fotomicrografia da imunorreatividade da proteína S100β no corno anterior
(A,B), em nível cervical, de ratos submetidos à atividade física voluntária na roda de
corrida por 4 dias (grupo treinado; B) e animais não submetidos à atividade física (grupo
sedentário; A). Astrócitos (setas fechadas). Barra = 20µm.
39
40
DISCUSSÃO
41
5. DISCUSSÃO
Este trabalho analisou a imunorreatividade das proteínas ligantes de cálcio na
medula espinal, e também a sua participação na neuroquímica de circuitos neuronais e a
interação neurônio-glial (astrócitos) de ratos submetidos à atividade física voluntária.
Estudos demonstraram que a atividade física voluntária leva à ativação de
proteínas que atuam nos mecanismos de plasticidade, trofismo, proteção, crescimento de
fibras e de sobrevida de neurônios no sistema nervoso central (BLOMQUIST E
DANNER, 1987; CLARKSON-SMITH & HARTLEY, 1989; FUNG et al., 1990;
GLESER & MENDELBERG, 1990; ROGERS et al., 1990; HILL et. al., 1993;
WERNIG et al., 1995; HARKEMA et al., 1997; KRAMER et al., 1999; GOMEZ-
PINILLA et al., 2001; HARKEMA, 2001; GOMEZ-PINILLA et al., 2002).
Entretanto, poucos estudos foram realizados sobre o papel das proteínas ligantes
de cálcio nos mecanismos de plasticidade, trofismo, proteção, crescimento de fibras e de
sobre vida de neurônios no sistema nervoso central após a realização de atividade física.
Contudo, um estudo pioneiro foi o de ARIDA et al. (2004), que retratou a
imunorreatividade da proteína parvalbumina no giro denteado de ratos submetidos à
atividade de física voluntária. Os autores sugerem dessa forma que a atividade física
voluntária leva a alterações plásticas na formação hipocampal, mas os autores
descrevem a parvalbumina apenas como um marcador morfológico neste trabalho.
Outro trabalho foi o de MUSSACK et al. (2003), que estudaram a expressão da
proteína S100β no sistema vascular de jovens jogadores de futebol. Eles observaram que
o aumento nos níveis desta proteína em atletas entre 12-13 e 14-15 anos de idade é
relativamente maior que nos jogadores com média de idade de 16-17 anos. Com o
resultado obtido os autores sugerem um possível aumento nos níveis da proteína S100β
no SNC. DIETRICH et al. (2003) também observaram um aumento nos níveis da
42
proteína S100β no sistema vascular, mas com nadadores. Entretanto a literatura não
apresenta nenhuma relação entre o aumento desta proteína no sistema vascular periférico
com o SNC
As proteínas calbindina e parvalbumina apresentaram imunorreatividade positiva
em regiões específicas da medula espinal. A primeira proteína foi imunorreativa nas
lâminas I e II de Rexed, no núcleo espinal lateral (Figura 04) e interneuronios da
substância cinzenta como descrito na literatura (ANTAL et al., 1990; CELIO, 1990;
REN & RUDA, 1994, ANELLI & HECKMAN, 2005), não sendo imunorreativa no
núcleo intermédiolateral e na lâmina III de Rexed. Já a proteína parvalbumina
apresentou imunorreatividade nas lâminas IIb e III de Rexed, no núcleo Dorsal, no corno
anterior e no fascículo cuneiforme (Figuras 06, 07), como descrito por ANTAL et al.,
1990; CELIO, 1990; REN & RUDA, 1994; ANELLI & HECKMAN, 2005. Uma
possível explicação para as diferenças na imunorreatividade pode estar relacionada com
a marca do anticorpo.
Assim, no nível torácico os animais que realizaram atividade física por 14 dias
apresentaram uma diminuição da proteína calbindina na área imunorreativa e no spMGV
no corno posterior (lâminas I e II de Rexed) caracterizada, principalmente, pela
diminuição de terminais sinápticos (figura 03 e 04). O mesmo foi observado no corno
posterior em nível lombar após o mesmo período de treinamento. Em relação à proteína
parvalbumina observou-se um aumento na área imunorreativa no corno posterior, em
nível cervical, após 4 dias de atividade física, e também, no núcleo dorsal após 4 e 14
dias de treinamento. Um aumento na área também foi visto no corno posterior em nível
lombar após 4 dias, entretanto apresentou uma diminuição no spMGV no mesmo
período. Estes eventos podem estar relacionados ao papel que o Ca
2+
executa como
mediador intracelular, onde atua de forma marcante no metabolismo e síntese celular
(YENG et al., 2004), participando ativamente na liberação de neurotransmissores, na
43
ativação de enzimas, na expressão de genes e na plasticidade sináptica (SMITH &
AUGUSTINE, 1988; BERRIDGE, 1990, 1998; BERRIDGE et al., 1998). Assim, as
mudanças na expressão das proteínas ligantes de Ca
2+
numa tentativa de controlar a
[Ca
2+
]
i
podem estar relacionados a mecanismo de plasticidade na medula espinal. Pois
uma vez controlando a [Ca
2+
] poderia estar atuando na liberação de neurotransmissores,
como o GABA, já que a literatura as descrevem positivas em neurônios GABAérgicos
(ANTAL et al., 1990). Isso pode ser observado com aumento na imunorreatividade da
proteína parvalbumina nas laminas II e III de Rexed do corno posterior em terminais
sinápticos, bem como no núcleo dorsal.
Entretanto, os estudos realizados sobre a atuação destas proteínas nos
mecanismos de neuorplasticidade utilizando a atividade física como modelo de
estimulação fisiológica ainda são escassos. Porem o número de trabalhos que utilizaram
um estímulo lesivo é muito grande. Pesquisas utilizando a ganglionectomia foi descrita
por REN & RUDA, 1994 que demonstraram uma diminuição de neurônios marcados
pela calbindina no corno posterior após uma semana de cirurgia. Além disso, Fallah et
al. (1999), apresentaram que a axotomia dos nervos ulnar e mediano leva a um aumento
na expressão da proteína calbindina nas lâminas I e II de Rexed da medula espinal. No
entanto, estes eventos não são suficientes para tornar a resposta neuroprotetora de
neurônios imaturos eficaz.
Já o trabalho de SASAKI et al. (2006) descreve que a diminuição da
imunorreatividade a parvalbumina e da calbindina nos neurônios contribui na
vulnerabilidade destes em processos degenerativos, como a esclerose lateral amiotrófica
(ELA). Os autores explicam que o aumento ou a diminuição na expressão das proteínas
calbindina e da parvalbumina, nesse tipo de experimentos, provavelmente, estaria
envolvido no mecanismo de controlar a [Ca2
+
]
i
, desempenhando desta maneira um papel
neuroprotetor. Assim é possível observar que as pesquisa realizadas até o momento
44
enfatizam o papel destas proteínas nos eventos relacionados a neuroproteção e
sobrevivência neuronal. Entretanto trabalhos que descrevam melhor a ação da calbindina
e da parvalbumina nos mecanismos intracelulares, na neurotransmissão e a
neuplasticidade são de grande importância para o melhor conhecimento destas funções.
Neste contesto o trabalho de XIONG et al. (2000), sobre a proteína S100β, descreve que
a ausência dessa pode levar a um distúrbio na onda de Ca
2+
resultando numa
interferência na transmissão sinápitica.
Este estudo observou que a proteína S100β é imunopositiva em células gliais em
diferentes regiões da medula espinal (figura 09), como apresentado pela literatura
(HAGLID et al., 1976; BHATHACHRYYA et al., 1992; CASTAGNA et al., 2003).
A atividade física voluntária levou a uma pequena diminuição na
imunorreatividade da proteína S100β apenas no corno anterior em nível cervical, após 4
dias de atividade física (Figuras 08, 09). Este resultado contradiz ao sugerido por
DIETRICH et al. (2003) e MUSSACK et al. (2003). XIONG et al. (2000) descreve o
importante papel da proteína S100β no controle da homeostase do cálcio intracelular em
astrócitos, assim esta diminuição pode estar relacionado a este evento, assim como na
fosforização de proteínas que é descrito por SCHAFER e HEIZMANN (1996) e
DONATO (1999). Outros autores descrevem uma relação entre o FGF-2 e a proteína
S100β (BARGER & VAN ELDIK, 1992; GRIFFIN et al., 1995; GOMIDE et al., 1999;
CARMO CUNHA et al., 2007). No entanto, a primeira proteína apresentado um
aumento na expressão do seu RNA mensageiro após atividade física voluntária na roda
de corrida (GOMEZ-PINILLA et al., 2002).
Os resultados também podem estar relacionados ao tipo de estímulo utilizado.
Uma vez que a grande maioria dos trabalhos que descrevem as suas funções em
condições patológicas, destacando o papel angiogênico e trófico da proteína S100β
(DUNN et al., 1987; BHATTACHAYYA et al., 1992; REEVES et al., 1994; IWASAKI
45
et al., 1997; GOMIDE et al., 1999; CHADI & GOMIDE, 2004; CARMO CUNHA et al.,
2007). Assim, o estímulo utilizado pode ter não sido suficiente para provocar uma
alteração mais significativa nos níveis desta proteína na medula espinal.
46
CONCLUSÃO
47
6. CONCLUSÃO
A atividade física voluntária na roda de corrida promoveu alterações na
imunorreatividade das proteínas ligantes de cálcio em neurônios e células gliais na
medula espinal; o que denota a importância do Ca
2+
nos processos neuroplásticos das
vias neuronais ativadas.
48
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
49
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Alexanian, A. R. e J. R., Bamburg. Neuronal survival activity of S100 beta beta is
enchanced by calcineurin inhibitors and requires activation of NF-KappB.
FASEB J,
v.13, n.12, Sep, p.1611-20, 1999.
Anelli, R. e C. J. Heckman. The calcium binding proteins calbindin, parvalbumin, and
calretinin have specific patterns of expression in the gray matter of cat spinal cord.
Epub, v. 34, n.6, Aug 10, p.369-85. 2006.
Antal, M., T. F. Freund, et al. Calcium-binding proteins, parvalbumin- and calbindin-D
28k-immunoreactive neurons in the rat spinal cord and dorsal root ganglia: a light and
electron microscopic study. J Comp Neurol, v.295, n.3, May 15, p.467-84. 1990.
Araque, A., V. Parpura, et al. Tripartite synapses: glia, the unacknowledged partner.
Trends Neurosci, v.22, n.5, May, p.208-15. 1999.
Arida, R. M., C. A. Scorza, et al. Differential effects of spontaneous versus forced
exercise in rats on the staining of parvalbumin-positive neurons in the hippocampal
formation.
Neurosci Lett, v.364, n.3, Jul 8, p.135-8. 2004.
Auld, D. S. e R. Robitaille. Glial cells and neurotransmission: an inclusive view of
synaptic function.
Neuron, v.40, n.2, Oct 9, p.389-400. 2003.
Baimbridge, K. G., M. R. Celio, et al. Calcium-binding proteins in the nervous system.
Trends Neurosci, v.15, n.8, Aug, p.303-8. 1992.
50
Baimbridge, K. G., J. J. Miller, et al. Calcium-binding protein distribution in the rat
brain. Brain Res, v.239, n.2, May 13, p.519-25. 1982.
Barger, S. W. e L. J. Van Eldik. S100 beta stimulates calcium fluxes in glial and
neuronal cells. J Biol Chem, v.267, n.14, May 15, p.9689-94. 1992.
Berridge, M. J. Calcium oscillations. J Biol Chem, v.265, n.17, Jun 15, p.9583-6. 1990.
Berridge, M. J., M. D. Bootman, et al. Calcium--a life and death signal. Nature, v.395,
n.6703, Oct 15, p.645-8. 1998.
Bhattacharyya, A., R. W. Oppenheim, et al. S100 is present in developing chicken
neurons and Schwann cells and promotes motor neuron survival in vivo. J Neurobiol,
v.23, n.4, Jun, p.451-66. 1992.
Carmignoto, G. Reciprocal communication systems between astrocytes and neurones.
Prog Neurobiol, v.62, n.6, Dec, p.561-81. 2000.
Castagna, C., C. Viglietti-Panzica, et al. Protein S100 immunoreactivity in glial cells
and neurons of the Japanese quail brain.
J Chem Neuroanat, v.25, n.3, Mar, p.195-212.
2003.
Castren, E., M. Pitkanen, et al. The induction of LTP increases BDNF and NGF mRNA
but decreases NT-3 mRNA in the dentate gyrus. Neuroreport, v.4, n.7, Jul, p.895-8.
1993.
Celio, M. R. Calbindin D-28k and parvalbumin in the rat nervous system. Neuroscience,
v.35, n.2, p.375-475. 1990.
51
Celio, M. R. e C. W. Heizmann. Calcium-binding protein parvalbumin as a neuronal
marker. Nature, v.293, n.5830, Sep 24, p.300-2. 1981.
Cerutti, S. M. e G. Chadi. S100 immunoreactivity is increased in reactive astrocytes of
the visual pathways following a mechanical lesion of the rat occipital cortex. Cell Biol
Int, v.24, n.1, p.35-49. 2000.
Chadi, G., Y. Cao, et al. Temporal and spatial increase of astroglial basic fibroblast
growth factor synthesis after 6-hydroxydopamine-induced degeneration of the
nigrostriatal dopamine neurons. Neuroscience, v.61, n.4, Aug, p.891-910. 1994.
Chadi, G. e V. C. Gomide. FGF-2 and S100beta immunoreactivities increase in reactive
astrocytes, but not in microglia, in ascending dopamine pathways following a striatal 6-
OHDA-induced partial lesion of the nigrostriatal system. Cell Biol Int, v.28, n.12, p.849-
61. 2004.
Chadi, G., A. Moller, et al. Protective actions of human recombinant basic fibroblast
growth factor on MPTP-lesioned nigrostriatal dopamine neurons after intraventricular
infusion.
Exp Brain Res, v.97, n.1, p.145-58. 1993.
Chadi, G., L. Rosen, et al. Corticosterone increases FGF-2 (bFGF) immunoreactivity in
the substantia nigra of the rat.
Neuroreport, v.4, n.6, Jun, p.783-6. 1993.
Chadi, G., B. Tinner, et al. Basic fibroblast growth factor (bFGF, FGF-2)
immunoreactivity exists in the noradrenaline, adrenaline and 5-HT nerve cells of the rat
brain. Neurosci Lett, v.160, n.2, Oct 1, p.171-6. 1993.
52
Clarkson-Smith, L. e A. A. Hartley. Relationships between physical exercise and
cognitive abilities in older adults. Psychol Aging, v.4, n.2, Jun, p.183-9. 1989.
Clowry, G. J., Z. Fallah, et al. Developmental expression of parvalbumin by rat lower
cervical spinal cord neurones and the effect of early lesions to the motor cortex. Brain
Res Dev Brain Res, v.102, n.2, Sep 20, p.197-208. 1997.
Corvalan, V., R. Cole, et al. Neuronal modulation of calcium channel activity in cultured
rat astrocytes. Proc Natl Acad Sci U S A, v.87, n.11, Jun, p.4345-8. 1990.
Dishman, R. K., Berthound, Hans-Rudolf, et al. Neurobiology of exercise. Obesity.
v.14, n.3, March, p. 345-356. 2006.
Do Carmo Cunha, J., de Freitas Azevedo Levy, B., et al. Responses of reactive
astrocytes containing S100b protein and fibroblast growth factor-2 in the border and in
the adjacent preserved tissue after a contusion injury of the spinal cord in rats:
implications for wound repair and neuroregeneration. Wound Rep Reg 15. p. 134–146,
2007.
Donato, R. Funcional roles of S100 proteins.
Biochim biophys Acta, v.1450, n.3, Jul 8,
p.191-231.
Dunn, R., C. Landry, et al. Reduction in S100 protein beta subunit mRNA in C6 rat
glioma cells following treatment with anti-microtubular drugs. J Biol Chem, v.262, n.8,
Mar 15, p.3562-6. 1987.
Edgerton, V. R., R. D. De Leon, et al. Use-dependent plasticity in spinal stepping and
standing.
Adv Neurol, v.72, p.233-47. 1997.
53
Endres, M., K. Gertz, et al. Mechanisms of stroke protection by physical activity. Ann
Neurol, v.54, n.5, Nov, p.582-90. 2003.
Fallah, Z. e G. J. Clowry. The effect of a peripheral nerve lesion on calbindin D28k
immunoreactivity in the cervical ventral horn of developing and adult rats. Exp Neurol,
v.156, n.1, Mar, p.111-20. 1999.
Finkbeiner, S. Calcium waves in astrocytes-filling in the gaps. Neuron, v.8, n.6, Jun,
p.1101-8. 1992.
Fordyce, D. E. e J. M. Wehner. Physical activity enhances spatial learning performance
with an associated alteration in hippocampal protein kinase C activity in C57BL/6 and
DBA/2 mice. Brain Res, v.619, n.1-2, Aug 13, p.111-9. 1993.
Fung, J., J. E. Stewart, et al. The combined effects of clonidine and cyproheptadine with
interactive training on the modulation of locomotion in spinal cord injured subjects. J
Neurol Sci, v.100, n.1-2, Dec, p.85-93. 1990.
Ghosh, A. e M. E. Greenberg. Calcium signaling in neurons: molecular mechanisms and
cellular consequences.
Science, v.268, n.5208, Apr 14, p.239-47. 1995.
Gibson, C. L., G. A. Arnott, et al. Plasticity in the rat spinal cord seen in response to
lesions to the motor cortex during development but not to lesions in maturity.
Exp
Neurol, v.166, n.2, Dec, p.422-34. 2000.
Gibson, C. L. e G. J. Clowry. N-methyl-D-aspartate receptor blockade during
development induces short-term but not long-term changes in c-Jun and parvalbumin
expression in the rat cervical spinal cord. Exp Neurol, v.170, n.2, Aug, p.380-4. 2001.
54
Gleser, J. e H. Mendelberg. Exercise and sport in mental health: a review of the
literature. Isr J Psychiatry Relat Sci, v.27, n.2, p.99-112. 1990.
Gomez, L. A., A. Brusco, et al. Immunocytochemical study of S-100 positive glial cells
in the brainstem and spinal cord of the rat embryo. Int J Dev Neurosci, v.8, n.1, p.55-64.
1990.
Gomez-Pinilla, F., L. Dao, et al. Physical exercise induces FGF-2 and its mRNA in the
hippocampus. Brain Res, v.764, n.1-2, Aug 1, p.1-8. 1997.
Gomez-Pinilla, F., V. So, et al. Spatial learning and physical activity contribute to the
induction of fibroblast growth factor: neural substrates for increased cognition
associated with exercise. Neuroscience, v.85, n.1, Jul, p.53-61. 1998.
Gomez-Pinilla, F., Z. Ying, et al. Differential regulation by exercise of BDNF and NT-3
in rat spinal cord and skeletal muscle. Eur J Neurosci, v.13, n.6, Mar, p.1078-84. 2001.
______. Voluntary exercise induces a BDNF-mediated mechanism that promotes
neuroplasticity.
J Neurophysiol, v.88, n.5, Nov, p.2187-95. 2002.
Gomide, V., T. Bibancos, et al. Dopamine cell morphology and glial cell hypertrophy
and process branching in the nigrostriatal system after striatal 6-OHDA analyzed by
specific sterological tools.
Int J Neurosci, v.115, n.4, Apr, p.557-82. 2005.
Gomide, V. e G. Chadi. Glial bFGF and S100 immunoreactivities increase in ascending
dopamine pathways following striatal 6-OHDA-induced partial lesion of the nigrostriatal
system: a sterological analysis. Int J Neurosci, v.115, n.4, Apr, p.537-55. 2005.
55
Gomide, V. C. e G. Chadi. The trophic factors S-100beta and basic fibroblast growth
factor are increased in the forebrain reactive astrocytes of adult callosotomized rat. Brain
Res, v.835, n.2, Jul 24, p.162-74. 1999.
Gonçalvez, D. S., G., Lenz, et al. Extracellular S100β protein modulates ERK in astrocyt
cultures. Neuroreport, v.11, n.4, Marc 20, p.807-9, 2000.
Goodman, J. H., C. G. Wasterlain, et al. Calbindin-D28k immunoreactivity and selective
vulnerability to ischemia in the dentate gyrus of the developing rat. Brain Res, v.606,
n.2, Mar 26, p.309-14. 1993.
Griffin, W. S., O. Yeralan, et al. Overexpression of the neurotrophic cytokine S100 beta
in human temporal lobe epilepsy. J Neurochem, v.65, n.1, Jul, p.228-33. 1995.
Haglid, K. G., A. Hamberger, et al. Cellular and subcellular distribution of the S-100
protein in rabbit and rat central nervous system. J Neurosci Res, v.2, n.3, p.175-91.
1976.
Harkema, S. J. Neural plasticity after human spinal cord injury: application of locomotor
training to the rehabilitation of walking.
Neuroscientist, v.7, n.5, Oct, p.455-68. 2001.
Harkema, S. J., S. L. Hurley, et al. Human lumbosacral spinal cord interprets loading
during stepping.
J Neurophysiol, v.77, n.2, Feb, p.797-811. 1997.
Hebb, D. O. Organization of behavior pod: A Neuropsycological Theory. John Wiley,
EUA.
56
Herdegen, T. e J. D. Leah. Inducible and constitutive transcription factors in the
mammalian nervous system: control of gene expression by Jun, Fos and Krox, and
CREB/ATF proteins. Brain Res Brain Res Rev, v.28, n.3, Dec, p.370-490. 1998.
Hill, R. D., S. L. Schwob, et al. Self-generated mnemonics for number recall in young
and old adults. Percept Mot Skills, v.76, n.2, Apr, p.467-70. 1993.
Hsu, S. M., L. Raine, et al. Use of avidin-biotin-peroxidase complex (ABC) in
immunoperoxidase techniques: a comparison between ABC and unlabeled antibody
(PAP) procedures. J Histochem Cytochem, v.29, n.4, Apr, p.577-80. 1981.
Humpel, C., G. Chadi, et al. Increase of basic fibroblast growth factor (bFGF, FGF-2)
messenger RNA and protein following implantation of a microdialysis probe into rat
hippocampus. Exp Brain Res, v.98, n.2, p.229-37. 1994.
Iwasaki, Y., T. Shiojima, et al. S100 beta prevents the death of motor neurons in
newborn rats after sciatic nerve section. J Neurol Sci, v.151, n.1, Oct 3, p.7-12. 1997.
Izquierdo, I. e J. L. Mcgaugh. Behavioural pharmacology and its contribution to the
molecular basis of memory consolidation.
Behav Pharmacol, v.11, n.7-8, Nov, p.517-34.
2000.
Jensen, A. M. e S. Y. Chiu. Differential intracellular calcium responses to glutamate in
type 1 and type 2 cultured brain astrocytes.
J Neurosci, v.11, n.6, Jun, p.1674-84. 1991.
Kawabata, S., R. Tsutsumi, et al. Control of calcium oscillations by phosphorylation of
metabotropic glutamate receptors. Nature, v.383, n.6595, Sep 5, p.89-92. 1996.
57
Kligman, D. e D. R., Marshak. Purification and characterization of a neurite extension
factor from bovine brain. Proc Natl acad Sci USA, v.80, n.20, Oct, p.7136-9. 1985.
Klintsova, A. Y., E. Dickson, et al. Altered expression of BDNF and its high-affinity
receptor TrkB in response to complex motor learning and moderate exercise. Brain Res,
v.1028, n.1, Nov 26, p.92-104. 2004.
Kramer, A. F., S. Hahn, et al. Ageing, fitness and neurocognitive function. Nature,
v.400, n.6743, Jul 29, p.418-9. 1999.
Lambert, T. J., S. M. Fernandez, et al. Different types of environmental enrichment have
discrepant effects on spatial memory and synaptophysin levels in female mice.
Neurobiol Learn Mem, v.83, n.3, May, p.206-16. 2005.
Lantos, T. A., T. J. Gorcs, et al. Immunohistochemical mapping of neuropeptides in the
premamillary region of the hypothalamus in rats. Brain Res Brain Res Rev, v.20, n.2,
Feb, p.209-49. 1995.
Lu, B. BDNF and activity-dependent synaptic modulation.
Learn Mem, v.10, n.2, Mar-
Apr, p.86-98. 2003.
Melander, T., T. Hokfelt, et al. Distribution of galaninlike immunoreactivity in the rat
central nervous system.
J Comp Neurol, v.248, n.4, Jun 22, p.475-517. 1986.
Molteni, R., Z. Ying, et al. Differential effects of acute and chronic exercise on
plasticity-related genes in the rat hippocampus revealed by microarray. Eur J Neurosci,
v.16, n.6, Sep, p.1107-16. 2002.
58
Neeper, S. A., F. Gomez-Pinilla, et al. Exercise and brain neurotrophins. Nature, v.373,
n.6510, Jan 12, p.109. 1995.
______. Physical activity increases mRNA for brain-derived neurotrophic factor and
nerve growth factor in rat brain. Brain Res, v.726, n.1-2, Jul 8, p.49-56. 1996.
Newman, E. A. New roles for astrocytes: regulation of synaptic transmission. Trends
Neurosci, v.26, n.10, Oct, p.536-42. 2003.
Nosyreva, E. D. e K. M. Huber. Developmental switch in synaptic mechanisms of
hippocampal metabotropic glutamate receptor-dependent long-term depression. J
Neurosci, v.25, n.11, Mar 16, p.2992-3001. 2005.
Parpura, V. e P. G. Haydon. Physiological astrocytic calcium levels stimulate glutamate
release to modulate adjacent neurons. Proc Natl Acad Sci U S A, v.97, n.15, Jul 18,
p.8629-34. 2000.
Pozzan, T., R. Rizzuto, et al. Molecular and cellular physiology of intracellular calcium
stores.
Physiol Rev, v.74, n.3, Jul, p.595-636. 1994.
Ramon, Y. C. S. Structure and connections of neurons. Bull Los Angel Neuro Soc, v.17,
n.1-2, Mar-Jun, p.5-46. 1952.
Reeves, R. H., J. Yao, et al. Astrocytosis and axonal proliferation in the hippocampus of
S100b transgenic mice. Proc Natl Acad Sci U S A, v.91, n.12, Jun 7, p.5359-63. 1994.
59
Ren, K. e M. A. Ruda. A comparative study of the calcium-binding proteins calbindin-
D28K, calretinin, calmodulin and parvalbumin in the rat spinal cord. Brain Res Brain
Res Rev, v.19, n.2, May, p.163-79. 1994.
Rocamora, N., E. Welker, et al. Upregulation of BDNF mRNA expression in the barrel
cortex of adult mice after sensory stimulation. J Neurosci, v.16, n.14, Jul 15, p.4411-9.
1996.
Rogers, R. L., J. S. Meyer, et al. After reaching retirement age physical activity sustains
cerebral perfusion and cognition. J Am Geriatr Soc, v.38, n.2, Feb, p.123-8. 1990.
Schäfer, B. W. e C. W., Heizmann. The S100 of family of EF-hand calcium-binding
proteins funcions and pathology. Trends Biochem Sic, v.21, n.4, Apr, p.134-40. 1996.
Schoups, A. A., R. C. Elliott, et al. NGF and BDNF are differentially modulated by
visual experience in the developing geniculocortical pathway. Brain Res Dev Brain Res,
v.86, n.1-2, May 26, p.326-34. 1995.
Schubert, P., T. Ogata, et al. Protective mechanisms of adenosine in neurons and glial
cells.
Ann N Y Acad Sci, v.825, Oct 15, p.1-10. 1997.
Sasaki, S., Warita, H., Komori, T., et al. Parvalbumin and calbindin D-28k
immunorreactivity in trangenic mice with a G93A mutant SOD1 gene.
Brain Research,
1083, p. 196-203. 2006.
Smith, S. J. e G. J. Augustine. Calcium ions, active zones and synaptic transmitter
release. Trends Neurosci, v.11, n.10, Oct, p.458-64. 1988.
60
Snyder, E. M., B. D. Philpot, et al. Internalization of ionotropic glutamate receptors in
response to mGluR activation. Nat Neurosci, v.4, n.11, Nov, p.1079-85. 2001.
Stromberg, I., H. Bjorklund, et al. Astrocyte responses to dopaminergic denervations by
6-hydroxydopamine and 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine as evidenced by
glial fibrillary acidic protein immunohistochemistry. Brain Res Bull, v.17, n.2, Aug,
p.225-36. 1986.
Teichberg, V. I. Glial glutamate receptors: likely actors in brain signaling. Faseb J, v.5,
n.15, Dec, p.3086-91. 1991.
Toyoshima, T., S. Yamagami, et al. Expression of calbindin-D28K by reactive
astrocytes in gerbil hippocampus after ischaemia. Neuroreport, v.7, n.13, Sep 2, p.2087-
91. 1996.
Van Eldik, L. J. e D. B., Zimmer. Secietion of S-100 from rat C6 glioma cells. Brain
Res, v.436, n.2, Dec 15, p.367-70. 1987.
Vanderklish, P. W. e G. M. Edelman. Dendritic spines elongate after stimulation of
group 1 metabotropic glutamate receptors in cultured hippocampal neurons.
Proc Natl
Acad Sci U S A, v.99, n.3, Feb 5, p.1639-44. 2002.
Wasserman, R. H. e A. N. Taylor. Physiological significance of the vitamin D-
dependent calcium-binding protein.
Triangle, v.12, n.3, p.119-27. 1973.
Wernig, A., S. Muller, et al. Laufband therapy based on 'rules of spinal locomotion' is
effective in spinal cord injured persons. Eur J Neurosci, v.7, n.4, Apr 1, p.823-9. 1995.
61
Winningham-Major, F., J. L., Staecker, et al. Neurite extension and neuronal survival
activities of recombinant S100 beta proteins that differ in the content and position of
cysteine residues. J Cell Biol, v.109, n.6pt1, Dec, p.3063-71. 1989.
Xiao, M. Y., Q. Zhou, et al. Metabotropic glutamate receptor activation causes a rapid
redistribution of AMPA receptors. Neuropharmacology, v.41, n.6, Nov, p.664-71. 2001.
Xiong, Z., D. O'hanlon, et al. Enhanced calcium transients in glial cells in neonatal
cerebellar cultures derived from S100B null mice. Exp Cell Res, v.257, n.2, Jun 15,
p.281-9. 2000.
Yenari, M. A., M. Minami, et al. Calbindin d28k overexpression protects striatal
neurons from transient focal cerebral ischemia. Stroke, v.32, n.4, Apr, p.1028-35. 2001.
Yeung, L. C., G. C. Castellani, et al. Analysis of the intraspinal calcium dynamics and
its implications for the plasticity of spiking neurons. Phys Rev E Stat Nonlin Soft Matter
Phys, v.69, n.1 Pt 1, Jan, p.011907. 2004.
Ying, Z., Roy R. R., Edgerton, R., et al. Voluntary exercise increases neurotrohin-3 and
its receptor TrkC in the spinal cord.
Brain Res. 987, p. 93-99. 2003.
Ying, Z., Roy R. R., Edgerton, R., et al. Exercise restores levels of neurotrophins and
synaptic plasticity following spinal cord injury.
Experimental Neurology. 193, p. 411-
419. 2005.
Zimmer, D. B., E. H. Cornwall, et al. The S100 protein family: history, function, and
expression. Brain Res Bull, v.37, n.4, p.417-29. 1995.
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