ads:
1
AVALIAÇÃO DA ATIVIDADE ANTIMICROBIANA DE
DENTIFRÍCIOS À BASE DE PRÓPOLIS SOBRE
PATÓGENOS BUCAIS
TATIANA CERVEIRA VALOIS DE SÁ
São Luís – MA
2008
ads:
Livros Grátis
http://www.livrosgratis.com.br
Milhares de livros grátis para download.
2
TATIANA CERVEIRA VALOIS DE SÁ
AVALIAÇÃO DA ATIVIDADE ANTIMICROBIANA DE DENTIFRÍCIOS À BASE DE
PRÓPOLIS SOBRE PATÓGENOS BUCAIS
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
graduação em Ciências da Saúde da Universidade
Federal do Maranhão como requisito para
obtenção do título de Mestre em Ciências da
Saúde.
Orientadores:
Profª. Drª. Cláudia Maria Coelho Alves
Prof. Dr. Valério Monteiro Neto
São Luís – MA
2008
ads:
3
Sá, Tatiana Cerveira Valois de.
Avaliação da atividade antimicrobiana de dentifrícios à base de própolis
sobre patógenos bucais / Tatiana Cerveira Valois de Sá. São Luís, 2008.
58 f.
Orientadores: Claúdia Maria Coelho Alves; Valério Monteiro Neto.
Tese (Mestrado) – Universidade Federal do Maranhão, Pós Graduação
em Ciências da Saúde, 2008.
1. Periodontia 2. Atividade antimicrobiana I. Título
CDU 616.311.2:638.13
4
TATIANA CERVEIRA VALOIS DE SÁ
Avaliação da atividade antimicrobiana de dentifrícios à base de própolis sobre
patógenos bucais
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
graduação em Ciências da Saúde da Universidade
Federal do Maranhão como requisito para
obtenção do título de Mestre em Ciências da
Saúde.
Aprovada em: ____/____/____
BANCA EXAMINADORA
_____________________________________________
Profª. Drª. Cláudia Maria Coelho Alves (Orientadora)
Doutora em Odontologia (Dentística).
Universidade de São Paulo, USP, Brasil.
_____________________________________________
Profª. Drª. Patrícia Maria da Silva Figueiredo
Doutora em Microbiologia
Universidade de São Paulo, USP, Brasil
_____________________________________________
Profª. Drª. Adriana de Fátima Vasconcelos Pereira
Doutora em Odontologia (Materiais dentários)
Universidade de São Paulo, USP, Brasil
____________________________________________
Profª. Drª. Cecília Cláudia Costa Ribeiro
Doutora em Cariologia
Universidade Estadual de Campinas, UNICAMP, Brasil
5
À Deus, fonte de vida, por ter colocado em meu
caminho pessoas sábias, inteligentes,
fraternalmente amigas, que muito me ensinaram e
me fizeram saber aproveitar os instantes de
aprendizagem, fruto da convivência, e, sobretudo
saber vencer e superar as dificuldades e desafios
que se apresentaram, a mim, nesta caminhada,
não permitindo que eu desviasse de meus
objetivos.
A meus pais, pessoas tão diferentes, mas
comuns na essência dos valores, e aos meus
irmãos pelo apoio, incentivo, carinho, pelas lições
de vida e pelo amor eterno, além da confiança
que sempre depositaram em mim.
6
AGRADECIMENTOS
À Deus, fonte suprema de vida. Obrigada Senhor!
À minha mãe, Teresa Valois, pelo seu amor incondicional, capaz de
transpor barreiras, pelos seus ensinamentos, sua fé e por sempre me mostrar o
verdadeiro sentido das palavras: determinação, dedicação, persistência, amor e
honestidade.
Ao meu pai, João Batista, que, com amor ímpar, ensinou-me os
princípios da verdade, mostrando-me que a pessoa sensata e honesta alcança seus
objetivos mais cedo ou mais tarde.
Aos meus irmãos, João, Rennan e Rennata, que sempre estiveram
comigo, oferecendo-me carinho, companheirismo e amor em todos os momentos da
minha vida.
Ao meu avô, Rui Valois (in memorian), chamado para junto do Pai antes
da concretização deste projeto, por sempre ter acreditado em mim e torcido pelo
meu sucesso. Obrigada vovô, por tudo!
À minha avó, Teresinha Valois, pelo seu carinho, preocupação e
presença constante em minha vida, incentivadora de meus propósitos, sempre me
dando forças para buscar meus objetivos.
À professora Ana Emília, pessoa ímpar, eterna orientadora, pelo carinho
e amizade dispensados a mim, e por sempre incentivar seus alunos na busca de
seus objetivos e se tornarem profissionais competentes.
À professora Cláudia, por toda a sua disponibilidade para realizar a
orientação deste trabalho, pelas suas reflexões sobre nosso objeto de estudo, e,
pela leitura da várias versões desta dissertação. Meus sinceros agradecimentos!
Ao professor Valério, pela oportunidade de trabalhar juntos no
laboratório, pelo exemplo de dedicação e seriedade, pelo carinho, colaboração
constante e pelas contribuições fundamentais para a execução deste trabalho.
À professora Cecília, que com sua experiência e competência contribui
para a realização desse trabalho.
7
Ao professor Antônio Luís, que com sua simplicidade acadêmica e
conhecimento científico, muito colaborou com suas intervenções pontuais para a
melhoria deste trabalho.
Às professoras Adriana Vasconcelos e Patrícia Figueiredo, que
gentilmente aceitaram participar e colaborar com este trabalho fazendo parte da
Banca Examinadora, meus agradecimentos!
Ao professor, Mário Ávila, que com muita presteza forneceu material para
o desenvolvimento do trabalho.
Às amigas Suyenne Paredes e Mônica Virgínia, pelo companheirismo
diário, pela amizade, compreensão e pela singular disponibilidade que emprestaram,
a mim, quando precisei.
As amigas de jornada da graduação, amigas para toda vida: Juliana
Aguiar, que com seu jeito descontraído sempre esteve presente, acompanhando de
perto as etapas desse trabalho, animando-me nos momentos mais monótonos e
sempre preocupada em não me deixar desanimar; Sílvia Lucena sempre disposta a
ouvir minhas inquietações e anseios, além de colaborar em vários momentos na
redação desse trabalho; Renata Campelo que sempre esteve pronta para colaborar
comigo no entendimento de alguns trabalhos em língua estrangeira, revelando-me
com suas atitudes muito carinho e colaboração acadêmica; Elza Bernardes, que
mesmo distante, manteve-se presente, pela amizade, carinho e incentivo conferidos
a mim.
A minha prima e amiga, Érica Valois, pela sua amizade e compreensão,
mesmo distante sempre esteve do meu lado me ajudando nas horas que precisei,
sobretudo nos momentos necessários ao exercício da autocrítica acadêmica e
pessoal.
Ao meu primo, Jackson Ronie, que sempre acreditou nas minhas
potencialidades me estimulando a buscar novos projetos e por estar sempre
disposto a contribuir com meu crescimento profissional.
À tia Esther Valois, que com a simplicidade que lhe é peculiar, sua
fortaleza interior, carinho, atenção e entusiasmo acadêmico soube me contagiar
positivamente na elaboração do presente trabalho.
À tia Luiza Ester (tia Neném), que de forma, singularíssima, revelou todo
o seu apoio, acompanhando-me à distância, e assim manifestando todo o seu
querer bem por mim.
8
Ao meu namorado, Luiz Felipe, por ter sido compreensivo, amoroso,
companheiro e paciente sempre comigo nos momentos de incertezas e dificuldades.
Aos amigos que fiz no laboratório: às minhas ex-professoras, que se
tornaram colegas de laboratório, Silvana e Rubenice, animadoras do ambiente de
pesquisa, além de terem contribuído, sobremaneira, com suas experiências para o
enriquecimento deste projeto, quero registrar a especial admiração e o meu querer
bem por vocês que se tornou ainda maior; à Estevan muito prestativo e sempre
disposto a discutir sobre artigos relacionados ao trabalho, despertado em mim
dúvidas e a necessidade esclarecê-las; ao Lúcio e Marise, companheiros em
muitas horas de laboratório, sempre muito prestativos.
Ao técnico de laboratório, Marinaldo, sempre disponível e colaborador.
Aos professores, amigos e familiares que sempre estiveram comigo
acreditando e incentivando-me nesse caminho que estou percorrendo.
Aos amigos de curso, que ao longo dessa jornada contribuíram com suas
sugestões para o enriquecimento deste trabalho.
À Coordenação do Curso de Mestrado em Ciências da Saúde, sempre
disposta a resolver os problemas surgidos durante esses dois anos de curso.
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico -
CNPq, pelo financiamento da pesquisa.
9
“Saber sacrificar tudo a um dever é a
principal e mais difícil ciência que nós temos
de aprender na vida.”
Júlio Dinis
10
RESUMO
A própolis tem suas propriedades amplamente reladas na literatura, dentre elas a
sua propriedade antimicrobiana vem sendo estudada com freqüência em
odontologia. A sua incorporação aos dentifrícios visam auxiliar de forma mais efetiva
o controle e prevenção das patologias orais através da eliminação do biofilme e
combatendo de forma seletiva espécies patogênicas. No entanto, poucos estudos
avaliaram a eficácia de dentifrícios à base de própolis sobre as bactérias da
cavidade bucal. Desta forma, o presente trabalho se propôs a verificar a ação
antimicrobiana in vitro em Streptococcus mutans, Lactobacillus acidophilus,
Fusobacterium nucleatum, Aggregatibacter (Actinobacillus) actinomycetemcomitans,
Enterococcus faecalis e a Candida albicans. Foi avaliado a ação antimicrobiana de
três dentifrícios contendo própolis encontrados no mercado, através do método de
difusão e diluição em ágar, em triplicata. O E. faecalis apresentou halos de inibição
de 9,33 mm, 10,7 mm e 14,3 mm e foram inibidas pelas seguintes diluições 1:1, 1:2
e 1:4 para Noplak, Protta e Forever Bright respectivamente. O S. mutans apresentou
halos de 9 mm, 28,3 mm e 24,8mm, sendo inibidos nas diluições de 1:1, 1:8 e 1:2
para Noplak, Protta e Forever Bright, respectivamente. O Noplak não inibiu o L.
acidophillus, mas houve halo para Protta e Forever Bright, respectivamente de 11,5
mm e 12,3 mm. O Noplak não apresentou atividade antimicrobiana para C. albicans,
mas ocorreram halos de 10,7 mm e 10,2 mm para Protta e Forever Bright,
respectivamente, sendo a diluição inibitória mínima de 1:1 para os dois dentifrícios.
Os dentifrícios avaliados não formaram halo de inibição para F. nucleatum e o A.
actinomycetemcomitans. Com base nos resultados obtidos neste estudo pode-se
concluir que os dentifrícios Protta® e Forever Bright® possuem ação inibitória frente
a S. mutans, E. faecalis e C. albicans e que o dentifrício Noplak® possui uma menor
atividade antimicrobiana, sendo limitada a S. mutans e E. faecalis.
Palavras-chaves: Própolis, doenças periodontais, microbiologia, cárie, dentifrício.
11
ABSTRACT
Propolis has its properties widely reported in the literature, among them its
antimicrobial property has been studied frequently in dentistry. Its incorporation to
dentifrices aim to help in a more effective control and prevention of oral diseases by
removing the biofilm and combating selective pathogenic species. However, few
studies evaluated the effectiveness of dentifrices that contain propolis on the bacteria
of the oral cavity. Thus, this work propuser to verify the in vitro antimicrobial action on
Streptococcus mutans, Lactobacillus sp, Fusobacterium nucleatum, Aggregatibacter
(Actinobacillus) actinomycetemcomitans, Enterococcus faecalis, and Candida
albicans. The antimicrobial action of 3 dentifrices containing própolis, found on the
market, was evaluated by the agar diffusion and dilution methods in triplicata. E.
faecalis presented inhibition zones of 9.33 mm, 10.7 mm, and 14.3 mm of diameter.
They were inhibited at the following dilutions, respectively: 1:1, 1:2 and 1:4. S.
mutans presented halos of 9 mm, 28.3 mm, and 24.8 and was inhibited at the
dilutions 1:1, 1:8, and 1:2 by Noplak, Protta, and Forever Bright, respectively. Noplak
did not inhibit L. acidophillus, but Protta and Forever Bright produced inhibition halos
of 11.5 mm and 12.3 mm. Noplak did not present antimicrobial activity against C.
albicans, but Protta and Forever Bright formed halos of 10.7 mm and 10.2 mm. The
inhibitory dilution was 1:1 in both cases. F. nucleatum and A.
actinomycetemcomitans were not inhibited by any dentifrices tested. On the basis of
the results obtained in this study it was concluded that the dentifrices Protta ® and
Forever Bright ® possess inhibitoy action against S. mutans, E. faecalis, and C.
albicans, whereas Noplak ® has a low antimicrobial activity, which is limited to S.
mutans and E. faecalis.
Keywords: Propolis, periodontal diseases, microbiology, caries, dentifrices
12
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
p.
FIGURA 1
Dentifrícios avaliados .................................................................
34
FIGURA 2
A) Dentifrícios utilizados como controle negativo e B) soluções
empregadas como controles positivos. ......................................
36
FIGURA 3
Medição de uma borda a outra do halo formado, passando
pelo centro do poço ................................................................... 39
FIGURA 4
Teste antimicrobiano para A. actinomycetemcomitans . A) Halo
de Inibição. B) Determinação da diluição inibitória mínima do
dentifrício Protta®; (F
-
) Controle negativo manipulado; (MK
-
)
Controle negativo Mavaltikids; (CL
+
) Controle positivo
Clorexidina; (PV
+
) Controle positivo Própolis; (N) Noplak
Max®; (P) Protta®; (FB) Forever Bright®; PP – Propólis ......... 41
FIGURA 5
Teste antimicrobiano para C. albicans. A) Halo de Inibição. B)
Determinação da diluição inibitória mínima do dentifrício
Protta®; (F
-
) Controle negativo manipulado; (MK
-
) Controle
negativo Mavaltikids; (CL
+
) Controle positivo Clorexidina; (PV
+
)
Controle positivo Própolis; (N) Noplak Max®; (P) Protta®; (FB)
Forever Bright®; PP – Propólis
......................................................
42
FIGURA 6
Teste antimicrobiano para E. faecalis. A) Halo de Inibição. B)
Determinação da diluição inibitória mínima do dentifrício
Noplak®; (F
-
) Controle negativo manipulado; (MK
-
) Controle
negativo Mavaltikids; (CL
+
) Controle positivo Clorexidina; (PV
+
)
Controle positivo Própolis; (N) Noplak Max®; (P) Protta®; (FB)
Forever Bright®;PP – Propólis
........................................................
42
FIGURA 7
Teste antimicrobiano para S. mutans. A) Halo de Inibição. B)
Determinação da diluição inibitória mínima do dentifrício
Forever Bright®; (F
-
) Controle negativo manipulado; (MK
-
)
Controle negativo Mavaltikids; (CL
+
) Controle positivo
Clorexidina; (PV
+
) Controle positivo Própolis; (N) Noplak
Max®; (P) Protta®; (FB) Forever Bright®; (PP – Propólis
.........
41
13
LISTA DE TABELAS
p.
TABELA 01 Dentifrícios avaliados quanto ao seu potencial antimicrobiano ......
31
TABELA 02 Dentifrícios utilizados como controle negativo ............................... 33
TABELA 03 Meios de cultura de acordo com os microorganismos ................... 36
TABELA 04 Tempo e forma de incubação das placas contendo os inóculos
microbianos ocorridos em estufa a 37ºC .......................................
36
TABELA 05 Halo de Inibição (mm) dos microorganismos avaliados em
relação aos dentifrícios ...................................................................
38
TABELA 06 Determinação da diluição inibitória mínima (DIM) .......................... 39
14
LISTA DE SIGLAS
AR Ágar Rogosa
ATCC American Type Culture Collection
AUS Anaeróbios da Universidade de São Paulo
BHIB
Brain Heart Infusion Broth
CIM Concentrações Inibitórias Mínimas
CL
+
Controle positivo clorexidina
DIM Diluição Inibitória Mínima
EEP Extratos Etanólicos de Própolis
F
-
Controle negativo manipulado
FB Forever Bright®
GTF Glucosiltrnasferase
MBC Concentração bactericida mínima
MK
-
Controle negativo Mavaltikids
N Noplak Max®
NCCLS
National Committee of Clinical Laboratory Standard
P Protta®
PG Propileno glicol
PP Propólis
PV
+
Controle positivo Própolis
SAB Ágar Sabouraud
UFC Unidade formadora de colônia
15
SUMÁRIO
1
INTRODUÇÃO .......................................................................... 16
2
REVISÃO DE LITERATURA ..................................................... 19
2.1
Enterococcus faecalis ............................................................. 21
2.2
Streptococcus mutans .............................................................
22
2.3
Lactobacillus acidophilus ....................................................... 22
2.4
Fusobacterium nucleatum .......................................................
23
2.5
Aggregatibacter actinomycetemcomitans .............................
23
2.6
Candida albicans ......................................................................
24
2.7
Própolis .................................................................................... 25
2.8
Própolis em dentifrícios ......................................................... 30
3
MATERIAL E MÉTODO .............................................................
33
3.1
Preparo dos dentifrícios .......................................................... 34
3.2
Controles .................................................................................. 35
3.3
Microorganismos ..................................................................... 36
3.4
Avaliação da atividade antimicrobiana .................................. 37
4
RESULTADOS ...........................................................................
40
5
DISCUSSÃO .............................................................................. 44
6
CONCLUSÃO ............................................................................ 48
REFERÊNCIAS ..........................................................................
49
16
1 INTRODUÇÃO
Do ponto de vista ecológico, a cavidade bucal é semelhante às outras
diversas seções que formam o trato intestinal, uma vez que também abriga uma
microbiota residente com uma composição definida e característica. As principais
patologias que podem afetar o ecossistema bucal – a cárie e a doença periodontal –
são condições mórbidas multifatoriais, ubíquas na população, sendo mediadas pela
presença de biofilmes (WEYNE; HARARI, 2003).
A presença de determinadas espécies bacterianas no biofilme tem sido
considerada fator de risco para a cárie e para a doença periodontal. Algumas
espécies, em diferentes proporções, estão relacionadas com a instalação de
algumas doenças bucais. Entre as bactérias freqüentemente envolvidas no processo
cariogênico, destacam-se: os Streptococcus do grupo mutans e os Lactobacillus
acidophilus no que diz respeito à doença cárie e, Aggregatibacter
actinomycetemcomitans, Bacteroides forsythus, Porphyromonas gingivalis,
Prevotella intermedia, Prevotella nigrescens, Veillonella parvula, Treponema
denticola, Eikenella corrodens, Fusobacterium nucleatum e Campylobacter são
freqüentemente detectados em associação com a doença periodontal (DARVEAU et
al.,1997).
Em indivíduos que mantêm uma adequada higiene bucal e fazem uso
comedido de sacarose, a microbiota predominante pode ser menos virulenta,
podendo o indivíduo possuir placa e, ainda assim, ter saúde. Por outro lado, quando
a remoção mecânica da placa é deficiente, ocorre uma seleção para certos
organismos patogênicos e a placa se torna mais virulenta, podendo resultar tanto em
lesões cariosas, como em doenças periodontais (TORRES et al., 2000).
Além dos métodos tradicionais da remoção de placa: como a escovação
diária realizada pelo paciente; a raspagem e alisamento corono-radicular (realizado
pelo profissional); o uso de agentes antimicrobianos como antibióticos, colutórios e
dentifrícios, são alternativas que favorecem obtenção de um melhor controle dos
patógenos bucais. De acordo com Torres (2000), para selecionar um produto
antimicrobiano, deve-se levar em conta fatores como: toxicidade, microbiota
residente e substantividade. O agente antimicrobiano escolhido deve reunir o maior
17
número possível das características citadas e sua efetividade deve ser comprovada
por estudos in vitro e in vivo.
Várias categorias de agentes químicos têm sido utilizadas no controle
químico da placa, através de estratégias que visam à redução da adesão bacteriana,
inibição do crescimento e proliferação dos microrganismos na superfície do dente,
inibição da formação da matriz intercelular da placa, modificação da atividade
bioquímica da placa e modificação da ecologia da placa para uma microbiota menos
patogênica (MARSH, 1992).
Além dos antibióticos convencionais e químicos sintetizados em
laboratório, novas alternativas vêm sendo investigadas, incluindo-se produtos
provenientes da natureza. Dentre as substâncias naturais estudadas, encontra-se a
própolis uma resina produzida pelas abelhas e que têm as mais variadas funções na
colméia (preenchimento de frestas, diminuição de aberturas de entrada e saída da
colméia, mumificação de cadáveres de insetos, para impedimento de sua
decomposição e putrefação). É utilizada, também, para cobrir as paredes internas da
colméia e interior das células para defendê-las dos microorganismos, além de
reparar os favos estragados e consolidar os favos móveis (GHISALBERTI, 1979).
A própolis é conhecida por suas propriedades biológicas tais como:
antimicrobiana, antioxidante, antiinflamatória, imunomodulatória, hipotensiva,
cicatrizante, anestésica, anticâncer, anti-HIV e anticariogênica (PARK et al.,2002;
SONMEZ et al., 2005). A propriedade antimicrobiana da própolis é amplamente
relatada, sendo destacada sua ação sobre Staphylococcus aureus (PINTO et al.,
2001; FERNANDES JUNIOR et al., 2001 e 2003); S. pyogenes (BOSIO et al., 2000);
S. mutans (KOO et al., 2002); bactérias da cavidade oral anaeróbias, P. gingivalis e
P. intermedia (SANTOS et al., 2002) e Candida sp (SFORCIN et al., 2000;
STEPANOVIC et al., 2003).
A comprovação da efetividade da própolis levou a indústria farmacêutica a
explorar comercialmente essa substância associando-a a dentifrícios e
enxaguatórios bucais. Diversas formas de substâncias têm sido incorporadas aos
dentifrícios, tais como: antissépticos, extratos de ervas, enzimas químicas e naturais,
íons metálicos, fluoretos, dentre outros, visando à obtenção de efeitos antiplaca
(SAXTON et al.,1987).
Após um cuidadoso levantamento de dados, até o momento, poucos
cientistas se propuseram estudar os efeitos da incorporação da própolis aos
18
dentifrícios, demonstrando sua eficácia e a segurança em seu uso. Além disso, não
há critérios publicados para a padronização e controle de qualidade dos dentifrícios
à base de própolis. Assim o seu uso racional com finalidade terapêutica ainda
depende do conhecimento profundo das propriedades farmacológicas da própolis e
do desenvolvimento de tecnologia de produção e controle de qualidade dos
dentifrícios com própolis.
Dessa forma, o presente trabalho se propõe a verificar a ação
antimicrobiana in vitro, de dentifrícios à base de própolis, sobre os microorganimos
patogênicos: S. mutans, L. acidophilus, F. nucleatum, A. actinomycetemcomitans, E.
faecalis e a C. albicans.
19
2 REVISÃO DE LITERATURA
Ecologicamente, a cavidade bucal é um sistema de crescimento aberto
colonizada por cerca de 1000 espécies diferentes de microorganismos já detectados
(WILSON, 2004). Isto significa que nutrientes e microrganismos são repetidamente
introduzidos e removidos desse sistema. Para os microorganismos se instalarem na
cavidade bucal é necessário possuírem capacidade de aderência às superfícies, ou
de alguma forma reter-se a ela. Alguns microorganismos podem se fixar através da
utilização de mecanismos específicos de aderência e outros apenas se refugiam nos
sulcos, fissuras ou espaços interproximais. (JORGE, 1998; CASTRO e
MOCHIDOME, 2000).
Ao desenvolverem esses mecanismos de adesão às superfícies tem início
a formação do biofilme dental que pode ser definido como uma película incolor
composta por diferentes espécies bacterianas, sustentadas por uma matriz de
proteínas salivares, polissacarídeos, células descamadas, leucócitos e restos
alimentares e que conseqüentemente ocupam diferentes nichos, dependendo de
suas necessidades nutritivas e metabólicas (LOESCHE, 1993). Várias patologias
estão associadas à presença do biofilme dentre elas a doença cárie e a doença
periodontal.
A cárie dental está intimamente associada com a microbiota residente no
biofilme dental já que os dentes são estruturas sólidas que oferecem sítios de
colonização para os microrganismos tanto na região supragengival como na região
subgengival (MARSH & MARTIN, 1992).
De acordo com Thylstrup e Fejerskov (2001) a cárie é um processo
dinâmico que ocorre nos depósitos microbianos (placa dental nas superfícies do
dente) e que resulta em distúrbio do equilíbrio entre a substância do dente e o fluido
da placa adjacente. Com o decorrer do tempo o resultado é a perda de mineral na
superfície do dente. Weyne e Harari (2003) descrevem a cárie como multifatorial,
mas ressaltam que o único evento que exibe relação direta com o aparecimento de
lesões cariosas é a presença e a permanência de uma placa cariogênica, dominada
por uma microbiota (acidogênica e ácido-tolerante) cobrindo a região afetada. A
partir dessa situação muitos fatores poderiam influenciar no nível da atividade
cariogênica da microbiota do biofilme: os carboidratos da dieta, os componentes
20
salivares e a presença de flúor ativo. Em conjunto, essas variáveis podem induzir o
estabelecimento de situações que configuram quadros de “resistência” ou de
“suscetibilidade” com relação ao desenvolvimento das lesões.
A cárie também é uma das principais fontes de microorganismos que
induzem às patologias pulpares. Grande parte das patologias de origem endodôntica
é causada pela presença de microrganismos no sistema de canais radiculares. Na
maioria das vezes os agentes causadores são as bactérias, contudo, as leveduras e,
ocasionalmente, outros fungos são também relatados (LEONARDO, 2005). As
principais fontes de irritantes bacterianos para a indução da patologia pulpar e
periradicular, são a lesão cariosa e o tecido pulpar necrosado e infectado,
respectivamente. Neste contexto, as vias de acesso para as bactérias alcançarem o
tecido pulpar são os túbulos dentinários, a própria exposição pulpar, o periodonto e a
anacorese hematogênica (SIQUEIRA JÚNIOR; UZEDA; FONSECA, 1996).
O principal objetivo da terapia endodôntica é limpar e dar forma ao canal
radicular por meio de instrumentos e substâncias químicas para irrigação, a fim de
eliminar ou reduzir a quantidade de microorganismos presentes no conduto
radicular. (PECIULIENE et al., 2000; SIQUEIRA et al., 1999; PAIVA, ANTONIAZZI
1993). O tratamento segue com uma correta obturação do espaço endodôntico e a
aprimorada restauração do elemento dental, evitando assim a proliferação e
recontaminação bacteriana (SALAZAR-SILVA, 2000).
As periodontopatias por sua vez são infecções oportunistas associadas
com a formação da placa ou biofilme bacteriano supra e subgengival. (LÖE et al.,
1965; SOCRANSKY, 1970; HAFFAJEE & SOCRANSKY, 1994; SOCRANSKY et al.,
1998). Fatores como a patogenicidade e a especificidade bacterianas, bem como
fatores relacionados à predisposição do indivíduo em manifestar a doença, podem
influenciar o estabelecimento, a taxa de progressão e as características clínicas das
desordens dos tecidos de suporte associadas ao biofilme bacteriano (LINDHE,
2003).
Lins et al. (2007) relataram que o mecanismo da doença periodontal
envolve interações complexas entre produtos bacterianos, células do hospedeiro e
fatores biológicos ativos localmente produzidos, incluindo mediadores químicos, a
exemplo das prostaglandinas e citocinas, cuja produção irrestrita contribuirá para o
início e a progressão da referida doença, principalmente em função da sua atividade
ósteo-reabsortiva.
21
O tratamento periodontal tem como principal objetivo modificar o biofilme
subgengival dos sítios comprometidos pela doença periodontal, reduzindo ou
eliminando os microorganismos que são associados à doença. A raspagem e
alisamento radicular compõem o tratamento efetivo para a doença periodontal
(KALDAHL et al., 1988), reduzindo significativamente o nível de microorganismos
subgengivais. Entretanto, a terapia mecânica nem sempre mostra resultados
satisfatórios (HAFFAJEE et al., 1997). Sendo assim, métodos auxiliares têm sido
estudados como terapia coadjuvante à terapia mecânica periodontal, objetivando a
obtenção de melhores resultados. Dentre esses métodos, a utilização de agentes
antimicrobianos tem sido indicada como coadjuvante ao tratamento mecânico, tanto
sistêmica quanto localmente (CIANCIO, 1999).
2.1 Enterococcus faecalis
Os enterococos são cocos gram-positivos que geralmente se dispõem
aos pares e em curtas cadeias, e são catalase negativos (TEIXEIRA; FACKLAM,
2003). Os enterococos são microorganismos comensais que atuam como patógenos
oportunistas, cujo principal reservatório humano é o trato gastrointestinal, porém ele
pode ser encontrado, embora com menos freqüência, em cavidade oral, vesícula
biliar, vagina e uretra masculina (KONEMAN, 2001).
O E. faecalis, na cavidade oral geram patologias associadas ao conduto
radicular, causam infecções persistentes, geralmente associadas a lesões
endodônticas refratárias (PECIULIENE et al., 2000; LEONARDO et al., 2000;
STUART et al., 2006; ZOLETTI, SIQUEIRA JR, SANTOS, 2006). O E. faecalis é
resistente ao tratamento endodôntico principalmente no que diz respeito ao
crescimento em pH alcalino, pois tal patógeno é capaz de sobreviver em pH na faixa
de 2 a 10 (WALTIMO et al., 1999; EVANS et al., 2002). Podem sobreviver em
ambientes hipotônicos, hipertônicos, ácidos, alcalinos, em ambientes com falta de
nutrientes, além de possuírem mecanismos de aderência nas células do hospedeiro
(LOVE, 2001; FIGDOR; DAVIES; SUNDQVIST, 2003).
O sucesso no tratamento da patologia de origem endodôntica depende do
controle da infecção microbiana no sistema de canais radiculares. Um entendimento
22
minucioso da microbiologia destas infecções é crucial para se obter êxito na terapia
endodôntica (LEONARDO, 2005).
2.2 Streptococcus mutans
Os S. mutans são cocos gram-positivos que se agrupam em colônias lineares
ou em pares, são anaeróbios facultativos, podendo viver na ausência de oxigênio,
mas preferindo a sua presença,
e, sua temperatura ótima de crescimento é de 37ºC
(GOLD et al., 1973). É considerado um dos principais patógenos relacionados à
doença cárie em virtude do fato ter sido isolado em um grande número de indivíduos
acometidos por essa patologia. Além disso, está intimamente relacionada à
formação de biofilmes bacterianos cariogênicos, sendo que a prevenção da doença
cárie baseia-se principalmente na remoção mecânica desses biofilmes (MARSH &
MARTIN, 1992).
A virulência desses microorganismos tem recebido muita atenção ao longo de
várias décadas. O fator de virulência mais extensivamente estudado é a
glicosiltransferase (GTF), a qual desempenha um papel importante na aderência à
superfícies. A GTF é uma enzima que degrada a sacarose em seus
monossacarídeos, frutose e glucose. Após a degradação da sacarose, a GTF atua
sobre a glicose originando os glucanos. Esses glucanos conferem aos
microrganismos a capacidade de aderir às superfícies lisas dos dentes e formar a
matriz do biofilme dental (WILKINS et al., 2002; THYLSTRUP; FEJERSKOV, 2001).
2.3 Lactobacillus acidophilus
O L. acidophilus são bacilos gram-positivos, comumente encontrados
no intestino e vagina. (TOLEDO; CASTRO, 1998). Estes microorganismos são
acidogênicos e acidúricos, sendo designados de homofermentadores, pois o
principal produto do metabolismo é o ácido láctico. Esse produto metabólico está
envolvido na desmineralização dos dentes, em decorrência de promover uma
23
diminuição no pH no local da colonização bacteriana. Essas bactérias são
dependentes de locais retentivos, sendo encontrados normalmente em locais
profundos de uma lesão cariosa. Os lactobacilos são altamente influenciados pelo
conteúdo de carboidratos da dieta alimentar e pela freqüência de ingestão e, apesar
de refletir um ambiente acidogênico pela sua presença, também indicam a presença
de substrato para outras bactérias, como por exemplo, o S. mutans (THYLSTRUP;
FEJERSKOV, 2001).
2.4 Fusobacterium nucleatum
O F. nucleatum, é uma anaeróbia gram-negativas que não formam
esporos e são encontrados na flora normal da boca desempenhando importante
papel na doença periodontal e endodôntica (MARTINEZ; UZEDA, 2004; BOLSTAD
et al., 1996).
As células de F. nucleatum são fusiformes varas de tamanho variável. Todas
as cepas obtêm energia a partir da fermentação dos açúcares ou aminoácidos
produzindo ácido butírico como um dos principais metabólicos. Embora F. nucleatum
não seja considerado um importante agente de doença periodontal por si próprio, ele
pode aderir a outros organismos, como Porphyromonas gingivalis, e contribuir para o
desenvolvimento de periodontite, bem como infecções invasivas humanas da
cabeça e pescoço, tórax, pulmão, fígado e abdômen (BOLSTAD et al., 1996).
2.5 Aggregatibacter actinomycetemcomitans
O A. actinomycetemcomitans ou A.A. (como é comumente designada na
comunidade odontológica) pertence à família Pasteurellaceae, é de morfologia
cocobacilar, gram-negativa e de crescimento lento. Nesta família, três espécies
causam infecção nos seres humanos, sendo o A.A. a mais importante. No entanto, o
estado geral de saúde do hospedeiro, histórico médico e uma variedade de
agressões tóxicas, traumáticas ou iatrogênicas são determinantes importantes da
24
doença infecciosa (GASPARETTO, ARANA-CHAVEZ, AVILA-CAMPOS, 2000; LIMA
et al., 2001). Para Socransky e Hanffajee (2005) uma das associações mais fortes
entre um patógeno e a doença periodontal destrutiva está relacionada ao A.
actinomycetencomitans.
O A. actinomycetemcomitans possui vários fatores de virulência. Alguns
destes fatores têm a capacidade de induzir uma resposta imune intensa e/ou
dificultar a defesa imune do hospedeiro, podendo explicar a possível patogenicidade
desta bactéria. Um dos mecanismos de virulência de A. actinomytemcomitans é a
produção potencial de metabólicos prejudiciais, como uma leucotoxina que destrói
especificamente leucócitos, permitindo que a bactéria se esquive de parte das
defesas do hospedeiro. Além disso, tem sido demonstrado que A.
actinomycetemcomitans é capaz de invadir células epiteliais humanas in vitro
(ALBANDAR; RAMS, 2002)
.
2.6 Candida albicans
A C. albicans e outras espécies relacionadas são encontradas de forma
ubíqua e comensal na microbiota de cavidades (retal, bucal, vaginal, uretral, nasal,
aural) e pele humanas (SEGAL; BAUM,1994). Estas espécies são consideradas
patógenos oportunistas capazes de causar infecções variando desde desordens
mucocutâneas, não comprometedoras ao indivíduo, até certas doenças invasivas,
envolvendo quase todos os órgãos (SAMARANAYAKE, 1990; SAMARANAYAKE et
al., 2001).
É um fungo que pode crescer sob diferentes formas, desde leveduriforme à
filamentosa, devido à formação de pseudo-hifas (CANNON et al. 1995). São
organismos gram-positivos, aeróbios, sendo capazes de crescer em anaerobiose
(DAHLE; OLSEN, 1991). Fermentam vários carboidratos, incluindo: glicose,
galactose, maltose e sacarose (MEYER et al., 1984).
As estirpes de C. albicans aderem às superfícies do epitélio oral
(FUKAYAMA; CALDERONE, 1991), às próteses e aos aparelhos ortodônticos
(BUDTZ-JÖRGENSEN et al., 1975), às superfícies radiculares (LAMKIM;
OPPENHEIM, 1993), em menor intensidade às superfícies dentais limpas. Mas, na
25
medida em que se forma a película adquirida, essa colonização aumenta podendo
ocorrer tanto através da adesão direta aos receptores da película – atuando como
colonizador pioneiro – como indiretamente, pela co-agregação a outros
microorganismos formadores do biofilme dental (HOLMES et al., 1995; DE
REPENTIGNY et al., 2000). Após esse evento, futuras interações que são
importantes para a permanência ou remoção dessa levedura na cavidade bucal,
podem ocorrer entre hospedeiros e as células fúngicas (STENDERUP, 1990).
Os biofilmes contendo C. albicans poderiam estar implicados não
apenas na candidose da mucosa oral, mas também associadas ao desenvolvimento
de cárie e na patogênese das doenças periodontais (BEIGHTON et al., 1995;
NIKAWA et al., 1998). Waltimo et al. (2001) sugeriram que a C. albicans obtém
acesso aos tecidos periodontais, os quais podem sofrer efeitos citotóxicos de
metabólitos fúngicos. Além disso, interações posteriores podem ocorrer entre o
hospedeiro e as células que são importantes para a permanência ou remoção dessa
levedura na cavidade oral.
2.7 Própolis
O termo própolis deriva da palavra grega “pró” que significa antes e
“polis”, cidade, palavra empregada no sentido de defesa da colméia, cidade das
abelhas. É uma substância resinosa escura e adesiva extraída de brotos de plantas,
folhas de árvores ou outras partes do tecido vegetal que é eliminada juntamente com
a saliva de tais insetos e é misturada com cera. É usada dentro das colméias para
proteção contra outros insetos e a ação do tempo (VANHAELEN; VANHAETEN-
FASTRÉ, 1979).
Os flavonóides, juntamente com ácidos fenólicos e ésteres, aldeídos
fenólicos e cetonas são considerados os mais importantes compostos
antimicrobianos da própolis. Outros compostos são óleos voláteis e ácidos
aromáticos (5 a 10%), ceras (30- 40%), resinas, bálsamo e pólen que é uma rica
fonte de elementos essenciais como magnésio, níquel, cálcio, ferro e zinco
(CASTALDO; CAPASSO, 2002; PIETTA et al., 2002).
26
A origem geográfica da própolis é importante no controle de qualidade
inclusive para sua efetiva aplicação terapêutica (PARK et al., 2002). A proporção das
substâncias presentes na própolis é variável em função do local e da época de
coleta da mesma (STEPANOVIC et al., 2003).
Ikeno, Ikeno e Miyazawa (1991) realizaram um dos primeiros estudos com
própolis sobre microorganismos cariogênicos. Nesse estudo citaram que a própolis
apresenta efeitos sobre o crescimento das bactérias e atividade da
glucosiltransferase (GTF) dos S. sobrinus, S. mutans e S. cricetus in vitro e sobre as
cáries em ratos infectados com S. sobrinus. A própolis apresentou atividade
antimicrobiana contra as três espécies testadas e inibiu tanto a síntese de glucano
insolúvel em água, quanto à atividade da glucosiltransferase. Nenhum efeito tóxico
da própolis sobre os ratos foi observado em condições experimentais neste estudo.
Estes resultados sugerem que a própolis foi capaz de controlar a cárie dentária nos
ratos do experimento.
Na periodontia, Martinez Silveira et al. (1992) observaram que pacientes
jovens portadores de gengivite crônica que utilizaram solução hidroalcoólica de
própolis a 1,5%, na forma de colutório, apresentaram uma regressão quase à
normalidade em 80% dos casos em comparação aos pacientes de um grupo
controle. Além disso, o nível de redução de placa foi mais evidente nos pacientes
que empregaram a própolis do que no grupo que empregou o placebo (sem própolis)
e não foi detectada nenhuma irritação da mucosa bucal, no tocante ao uso da
própolis.
Gebara et al. (1996) avaliaram a ação antibacteriana de várias tinturas,
dentre elas tinturas de propólis sobre S. mutans e S.sobrinus in vitro. As
concentrações inibitórias mínimas (CIM) da própolis foram de 0,04 mg/ml e 0,02
mg/ml para S. mutans e S. sobrinus respectivamente. Com esses resultados os
autores concluíram que a própolis apresentou ação antimicrobiana contra os dois
microorganismos em questão e foi capaz de inibir a adesão de S. mutans e S.
sobrinus. Os resultados sugerem a possibilidade de emprego desse agente no
controle desses microorganismos na placa bacteriana
Azevedo et al. (1999) avaliaram 50 indivíduos, de ambos os sexos e faixa
etária média de 42,5 anos, objetivando isolar e identificar leveduras na cavidade
bucal, com e sem candidose bucal, e determinar a DIM (Diluição Inibitória Mínima)
dos produtos comerciais Própolis (Apis-Flora) e Periogard (Colgate) frente às cepas
27
isoladas. A contagem de UFC total/ml de saliva demonstrou um valor médio no
grupo com candidose bucal maior do que no grupo controle e portadores de
anormalidade. A maioria das cepas testes 95,7% foi sensível aos anti-sépticos. Os
resultados indicam a possibilidade de se empregar os anti-sépticos à base de
Própolis e Periogard (clorexidina), na prevenção e na terapêutica da candidose
bucal.
A produção de glucosiltransferase de microorganismos orais foi estudada
por Park et al. (1998) que verificaram que o S. mutans produzia a maior atividade da
enzima. Extratos etanólicos da própolis (EEP) foram analisados para verificar se
inibiam atividade dessa enzima e o crescimento bacteriano. Os microorganismos
estudados foram Streptococcus mutans Ingbritt, Streptococcus sanguis,
Streptococcus sp., Actinomyces naeslundii , S. sanguis e A. naeslundi. Todos os
EEP de várias regiões do Brasil inibiram tanto a atividade da glucosiltranferase como
o crescimento de S. mutans. O EEP do Rio Grande do Sul (RS2) demonstrou a
maior inibição da atividade da enzima e crescimento das bactérias. Os autores
verificaram que a própolis (RS2) continha as concentrações mais elevadas de
pinocembria e galangina.
Em 2002, Gebara et al. avaliaram a atividade antimicrobiana da própolis
contra bactérias periodontopatogênicas através de testes in vitro. As cepas
bacterianas testadas foram: P. intermedia, P. melaninogenica, P. gingivalis, A.
actinomycetemcomitans, C. gingivalis e F. nucleatum. A CIM foi determinada
utilizando o método de diluição do extrato de própolis no meio de cultura em
diferentes concentrações. Os resultados demonstraram CIM de 1µg/ml para A.
actinomycetemcomitans e C. gingivalis; e 0,25 µg/ml para P. intermedia, P.
melaninogenica, P. gingivalis e F. nucleatum. Alguns microrganismos que
desempenham in vivo papel de superinfectantes também foram testados. A
susceptibilidade de C. albicans ao extrato etanólico de própolis foi observada na
concentração de 12 µg/ml. A CIM para P. aeruginosa, Escherichia coli e S. aureus
(tipo selvagem) foi de 14 µg/ml. Todos os patógenos periodontais e microrganismos
superinfectantes testados foram sensíveis ao extrato de própolis.
Almeida et al. (2006) avaliou a ação de uma solução anti-séptica do
extrato de própolis sobre os índices clínicos (Índice de Sangramento Gengival e
Índice de Higiene Oral Simplificado) e contagem de S. mutans. A atividade
antimicrobiana do extrato foi realizada em meio de cultura sólido para determinar a
28
CIM utilizando cepas de S. mutans. A partir da CIM do extrato, foi confeccionada
uma solução para bochecho de própolis (6,25%), a qual foi utilizada e comparada
com o controle positivo, clorexidina (0,12%). Através de um ensaio clínico cruzado,
quinze crianças utilizaram a solução para bochecho com própolis durante 15 dias
consecutivos. Após o período de intervalo de 21 dias as crianças utilizaram a
solução controle. Os resultados demonstraram significativa redução do número de S.
mutans nos tempos 24 horas, sete dias e 15 dias após o uso da solução de própolis,
não diferindo da solução de clorexidina. Com isso, os autores concluíram que a
solução do extrato de própolis apresentou satisfatória atividade antimicrobiana e
semelhante ação da clorexidina, além de atuar sobre condições clínicas como a
presença de biofilme oral e doença gengival, podendo ser empregada como agente
terapêutico.
As propriedades biológicas da própolis da Apis Mellifera são amplamente
relatadas sendo comuns variações nas mesmas em função da região onde foram
produzidas. A ação antimicrobiana de própolis obtidas em três regiões do Brasil
(Botucatu-SP, Mossoró-RN e Urubici-SC) foi investigada sobre linhagens isoladas de
infecções clínicas humanas (S. aureus, E. coli, Enterococcus sp, P. aeruginosa e C.
albicans). Foram preparados extratos alcoólicos de própolis (EAP) e determinada a
CIM seguida do cálculo da CIM 90%. A própolis de Botucatu foi a mais eficiente
sobre S. aureus (0,3%v/v), Enterococcus sp (1,1%v/v) e C. albicans (2,1% v/v). Para
E. coli, a própolis eficiente foi de Urubici (7,0%v/v) e para P. aeruginosa a de
Mossoró (5,3%v/v). Os resultados mostram maior sensibilidade das bactérias gram-
positivas e levedura em relação às gram-negativas. Os autores concluíram que, para
os microrganismos testados e amostras de própolis testadas, há diferenças na
atividade antimicrobiana em função do local de produção e que isso se explica pela
diferença de composição química da própolis (FERNANDES JÚNIOR et al. 2006).
Panzeri et al. (2006) avaliaram a atividade antimicrobiana, in vitro, do
extrato de própolis em solução etanólica contra importantes patógenos orais (E.
faecalis, S. salivarius, S. sanguinis, S. mitis, S. mutans, S. sobrinus, C. albicans, e L.
casei). A técnica utilizada foi difusão em ágar com posterior determinação da CIM. A
própolis testada demonstrou atividade contra todas as cepas analisadas. As cepas
de E. salivarius, S. sanguinis, S. mitis, e C. albicans mostraram uma maior resposta
antimicrobiana da própolis.
29
A atividade antibacteriana das tinturas de jucá, aroeira, gengibre,
alfavaca, própolis, romã e hortelã da folha graúda foram avaliadas sobre as
linhagens de S. aureus (ATCC 25923), S. mutans (ATCC 2575), S. sobrinus (ATCC
27609), S. mitis (ATCC 9811), S. sanguis (ATCC 10557) e L. casei (ATCC 7469),
utilizando-se a clorexidina 0,12% como controle positivo. Determinaram a DIM em
meio de cultura ágar Mueller Hinton, das tinturas nas formas pura (1:0) e diluídas de
1:1 até 1:32. Os autores observaram susceptibilidade variada das bactérias, sendo o
S. aureus o microorganismo mais sensível. Dentre as tinturas, o jucá, a aroeira e a
própolis apresentaram uma significativa atividade antibacteriana frente às linhagens
bacterianas avaliadas (SOARES et al. 2006).
Koru et al. (2007) estudaram a atividade antimicrobiana de amostra de
própolis coletadas em cinco regiões diferentes, quatro regiões da Turquia e uma do
Brasil, sobre nove linhagens de microorganismos anaeróbios. EEP foram
preparados a partir das amostras para determinar a CIM e a CBM, sobre o
crescimento dos microoganismos em estudo. O método utilizado foi o de diluição em
ágar. As composições químicas orgânicas de EEPs foram determinadas por
cromatografia de gás de alta resolução acoplada à espectrometria. Todos os
microorganismos foram sensíveis e os valores de CIM variaram de 4 a 512
microg/ml para a atividade da própolis. A amostra da própolis de Kazan - Ancara
mostrou CIM mais eficiente para os microorganismos estudados, já o CBM variou de
8 a 512 µg/ml. A morte foi observada em 4 h de incubação de P. anaerobius, L.
acidophilus e A. naeslundii; enquanto 8 horas para P. oralis, P. melaninogenica e P.
gingivalis; 12 h para F. nucleatum; 16 h para V. parvula. Foi demonstrado que as
amostras de própolis foram mais eficientes contra as bactérias gram-positivas
anaeróbias que as gram-negativas.
Cury et al. (2007) testaram a atividade antimicrobiana, antioxidante e
citotóxica de uma própolis brasileira popularmente chamado a própolis vermelha,
bem como analisaram sua composição química. A atividade antimicrobiana contra S.
aureus (ATCC 25923) e S. mutans (UA159) foi avaliada e a fração de clorofórmio foi
um dos mais ativos com menor CIM. A fração hexano teve a concentração mais
elevada do total de flavonóides. O EEP mostrou atividade citotóxica para as células
tumorais. Quando o EEP foi analisado sete novos compostos foram encontrados,
entre os quais quatro foram isoflavoides. Os resultados mostraram que a própolis
30
vermelha tem compostos biologicamente ativos que nunca tinham sido notificados
em outros tipos de própolis brasileiros.
2.8 Própolis em dentifrícios
Os dentifrícios têm a função principal de eliminar manchas dos dentes e
fornecer à cavidade bucal uma sensação de frescor e limpeza. Com o
reconhecimento do sucesso do uso de dentifrícios como veículo do flúor, outros
agentes quimioprofiláticos foram acrescentados a eles. Os ingredientes dos
dentifrícios têm as seguintes funções: sistema abrasivo para auxiliar a remoção de
manchas, umectante para carregar tanto o abrasivo como o agente quimioprofilático,
surfactante para promover espuma e ação detergente, ligador para conceder as
propriedades ecológicas, e flavorizantes para dar sabor ao dentifrício (SCHEIE,
2001).
Apesar de freqüente, o controle mecânico (escovação) é realizado de
maneira esporádica e ineficiente pela maioria das pessoas, significando que, mesmo
após a escovação, ainda permanecem nichos organizados de placa bacteriana
sobre a superfície dental que podem induzir resposta inflamatória gengival. Em
virtude disto, o uso de agentes antimicrobianos naturais foram introduzidos aos
dentifrícios objetivando um efeito adicional no controle da placa e gengivite com
resultados favoráveis. (PEREIRA et at., 2001, PEREIRA; SAMPAIO, 2003, COUTO
et al., 2002).
Panzeri (1999) realizou um estudo microbiológico da própolis para
confirmar sua eficiência contra microrganismos gram-positivos, sendo estabelecida
sua máxima diluição inibitória. A partir desse ensaio foi desenvolvido um dentifrício
na forma de gel com 2% de própolis. O produto final mostrou as seguintes
propriedades: pH levemente ácido, baixa abrasividade, densidade, viscosidade e
índice de espuma compatível com os produtos do mercado. O dentifrício contendo
própolis como agente terapêutico foi clinicamente testado comparando-o com um
dentifrício semelhante, porém sem própolis em um ensaio “duplo-cego” envolvendo
60 adultos de ambos os sexos, com idades compreendidas entre 15 e 73 anos,
distribuídos, aleatoriamente, em dois grupos designados “A” e “B”. Os resultados
31
evidenciaram que o dentifrício com própolis foi mais efetivo do que aquele destituído
do agente terapêutico no controle do índice gengival, sendo uma alternativa viável
como agente preventivo ou terapêutico da doença periodontal.
Em 2004, Viana et al., avaliaram comparativamente os efeitos dos
dentifrícios de juá e juá com própolis na reação inflamatória dos tecidos gengivais,
através de um modelo de gengivite experimental modificado. Realizaram estudo
cruzado, duplo cego em 25 voluntários, no qual a escovação dental foi suprimida por
21 dias, no quarto quadrante da cavidade bucal. Os resultados demonstraram que
para uma mesma quantidade de placa bacteriana, ao final do período experimental
(p> 0,01), a média de sangramento gengival foi semelhante entre os dois dentifrícios
(p> 0,01), embora a média do índice gengival tenha sido menor no grupo juá com
própolis (p <0,01). Portanto, os dois dentifrícios não foram eficientes em impedir a
instalação de um processo inflamatório gengival, apesar do aspecto clínico de
gengivite ter sido menos visível no grupo juá com própolis.
Estudo desenvolvido por Rosell et al. (2004) avaliou a ação
antimicrobiana in vitro de nove pastas dentais, dentre os quais uma era à base de
própolis a 33% o Prodente – Própolis. Foram utilizadas cepas de S. mutans de 14
indivíduos com altos níveis dessa bactéria na saliva. Os resultados foram baseados
no surgimento de halos de inibição de crescimento de bactérias, como na técnica de
difusão de drogas antibacteriana em ágar. Com os resultados, verificaram que
ingredientes naturais não repetiram, nos dentifrícios, a mesma propriedade
antimicrobiana de quando eles se encontram isolados. Os microorganismos
avaliados apresentaram resistência contra o dentifrício da Prodente – Própolis.
Estudo in vitro conduzido por Lee et al. (2004) com o intuito de avaliar a
atividade antimicrobiana de 14 dentifrícios à base de extratos naturais foi
desenvolvido utilizando o método de difusão. Desses dentifrícios, seis tiveram efeito
inibitório sobre os microorganismos avaliados. Dentre eles o Tom´s of Malne natural
Toothpaste à base de própolis formou halo de inibição para S. mutans, S. sanguis,
A. viscosus e C. albicans. Esta última possuiu o menor halo.
Azevedo (2007) avaliou in vitro o efeito antimicrobiano de diferentes tipos
de própolis coletadas no Maranhão e de um dentifrício à base de própolis, disponível
no mercado. O teste de sensibilidade foi baseado na técnica de difusão em ágar
com posterior leitura do halo de inibição do crescimento de S. mutans e S. sobrinus,
com a utilização de filtros de papel embebidos nas substâncias testadas. Foram
32
avaliadas a própolis a 0,5% e 11,8%, geoprópolis a 0,5%, um dentifrício à base de
própolis, Periogard ® como controle positivo e Álcool a 70% como controle negativo.
Houve formação de halos de inibição no Periogard ® e no dentifrício, não sendo
observada a atividade antimicrobiana da própolis e geoprópolis locais estudadas. As
própolis analisadas não apresentaram potencial anticariogênico. Os autores afirmam
que por ser o Maranhão um estado com flora bastante diversificada, mais estudos se
fazem necessários para avaliar efeito anti-cárie com diferentes amostras das
diferentes regiões.
33
3 MATERIAL E MÉTODO
Foram avaliados três dentifrícios à base de própolis: Noplak Max®,
Protta® e Forever Bright®, cujas especificações estão descritas na TABELA 1.
TABELA 1 – Dentifrícios avaliados quanto ao seu potencial antimicrobiano.
Denti
frício
Especificação
Noplak Max®
(Clorexidina a 0,2% +
Cetilpiridinio + Própolis)
Protta®
(Própolis + Flúor)
Forever Bright®
Fabricação
01/07 29/06/07
Lote
0701101 2013 290607 - 2
Data de Validade
01/09 08/09 06/11
Fabricante
Laboratório Daudt Oliveira
LTDA.
Greenwood Indústria
e Comércio LTDA
Aloe Vera of
America LTDA.
Composição
Digluconato de clorexidina a
0,2%; fluoreto de sódio
(corresp a 1230 ppm de flúor);
aroma fresh; cloreto de
cetilpiridino; cocoamido propil
betaina; essência de menta
AE 52992; Essência
Wintergreen; extrato de
própolis; extrato de equinácea;
extrato de hamamelis; zinco;
glicerol; hidróxido de sódio;
hidroxietilcelulose; óleo de
rícino hidrogenado e etoxilado;
propilenoglicol; sacarina
sódica; sílica; sorbitol;
corantes: C.I. 42090, C.I.
47005, C.I. 17200 e água
desmineralizada.
Sorbitol; benzoato
de sódio; sacarina;
fluoreto de sódio
(1.000 ppm),
flavorizante lemon
mint, C.I. 42090, C.I.
19140, goma
xantana, sílica
abrasiva e
espessante, lauril
sulfato de sódio,
extrato de própolis;
glicerina e água.
Aloe Barbadensis;
sorbitol; sílica,
glicerina, sódio,
lauril sulfato,
carrageenam,
flavor, própolis,
sacarina sódica,
benzoato de sódio,
CI 75810.
34
Figura 1 – Dentifrícios avaliados
3.1 Preparo dos dentifrícios
Para o preparo das soluções a utilizou-se água destilada estéril para
diluir-se o dentifrício a 30% (DUKE, FORWARD, 1982; SOUZA, 2005). Em seguida,
a mistura foi vigorosamente agitada até obter-se a homogeneização. As suspensões
resultantes de cada amostra foram esterilizadas por filtração, utilizando-se filtro de
acetato de celulose com poro de 0,20 µm de diâmetro (DISMIC 25cs Advantec ® –
Toyo Roshi Kaisha LTDA – Japan) Logo após, foram retirados 1 ml de cada solução
de dentifrícios. Com este volume foi iniciada uma seqüência de diluições seriadas na
razão de 1:2 preparadas com 1 ml de água destilada ate a proporção de 1:32.
35
3.2 Controles
Foram utilizados como controle negativo um creme dental
1
cuja fórmula
não continha agentes antimicrobianos e, outro creme dental sem flúor
(Malvatrikids®). As especificações desses produtos estão contidas na TABELA 2.
Como controles positivos foram empregados a clorexidina 0,2% (Indústria
Farmacêutica Rioquímica Ltda.), diluída adicionalmente a 30% para fazer
correspondência à concentração de clorexidina de um dos dentifrícios avaliados, e o
extrato de própolis (Apis Flora®) a 11%.
TABELA 2 – Dentifrícios utilizados como controle negativo.
Dentifrício
Especificação
Manipulado Malvatrikids®
Data de
Fabricação
10/11/07 08/07
Lote
470217 070856
Data de Validade
10/08/08 08/10
Fabricante
Farmácia Facial Laboratório Daudt Oliveira LTDA.
Composição
Natrosol, glicerina, metilparabeno,
lauritil sulfato de sódio
Cellulose Gum, Glicerina, Malva
Sylvestre (Mallow), Extract, sílica,
benzoato de sódio, sodium
benzoate sarcosinate, sorbitol,
sucralose, xylitol, aroma, cl 45430 e
água.
1
Manipulado na Farmácia de manipulação Facial
36
Figura 2 – A) Dentifrícios utilizados como controle negativo e B) soluções empregadas como
controles positivos.
3.3 Microorganismos
Para a determinação da atividade antimicrobiana foram adquiridas
cepas de F. nucleatum (ATCC 10953) e A. actinomycetemcomitans (AUS 431)
provenientes do Instituto de Ciências Biomédicas da Universidade de São Paulo e
as de E. faecalis (ATCC 29212), S. mutans (ATCC 00446), L. acidophilus (ATCC
00076) e C. albicans, procedentes da Instituto Oswaldo Cruz.
Para o cultivo das amostras bacterianas anaeróbias estritas (F. nucleatum
e A. actinomycetemcomitans) foi adicionado Caldo Tioglicolato (Difco
TM
Fluid
Thioglycollate meddium – Becton, Dickinson and Company – USA) nas bactérias
liofilizadas, com auxílio de uma pipeta estéril, para se obter uma suspensão de
bactérias. Após homogeneização, alíquotas destas suspensões foram transferidas
para tubos com Caldo Tioglicolato, adicionados 5µg/ml de Hemina (Sigma Chemical
Company® – Sant Louis, USA) e 10 µg/ml de Vitamina K (Vikatron® – Ariston),
conforme sugerido por Mangels (1978). As soluções de hemina e vitamina k foram
esterilizadas por filtração usando filtro de acetato de celulose com poro de 0,20 µm
A
A
B
B
37
de diâmetro (DISMIC 25cs Advantec ® – Toyo Roshi Kaisha LTDA – Japan). Os
tubos foram colocados no interior de jarras de Gaspak em condições de
anaerobiose, com 10% de CO
2
, por 48 horas e a 37º C. A anaerobiose foi obtida
através do método de passivação pelo cobre conforme descrito por Jurgensen e
Jurgensen (1982).
Os cultivos de E. faecalis, S. mutans e L. acidophilus foram realizados em
microaerofilia e a de C. albicans em aerobiose. Esses microorganismos foram
mantidos rotineiramente através e repiques em caldo BHI (Acumedia Manufactures,
Inc.Lansing, Michigan), seguido de incubação a 37°C.
3.4 Avaliação da atividade antimicrobiana
Avaliação da atividade antimicrobiana foi realizadada com base no
método de difusão em ágar conforme descrito pelo National Committee of Clinical
Laboratory Standard com algumas modificações. Após o crescimento dos
microorganismos, uma alíquota de cada cultura microbiana foi empregada no
preparo de suspensões bacterianas padronizadas em caldo BHI (para os anaeróbios
estritos) ou salina (para os anaeróbios facultativos e aeróbios), e em seguida a
mistura homogeneizada. Quando a mistura atingiu uma turbidez equivalente a
escala de McFarland tubo Nº 0.5 a suspensão foi inoculada nas placas de Petri, com
auxílio de um swab estéril.
Os meios de cultura Brain Heart Infusion Broth – BHIB (DIALAB
Diagnósticos S.A – MG, Brasil) enriquecido com Hemina (0,5mg/ml), ágar Rogosa –
AR (Difco
TM
Rodosa SL Agar – Becton, Dickinson and Company – USA) e ágar
Sabouraud – SAB ( Himedia Laboratories PVT Limited – Mumbai - India) foram
preparados conforme orientação do fabricante (TABELA 3).
38
TABELA 3 – Meios de cultura de acordo com os microorganismos.
Meios
Microorganismos
BHIB
AR
SAB
F. nucleatum
X
A. actinomycetemcomitans
X
E. fecalis
X
S. mutans
X
Lactobacillus
X
C. albicans
X
Após a solidificação do meio nas placas de Petri, foram realizadas
perfurações de aproximadamente 6 mm, para receber 25 µl das substâncias
antimicrobianas e os controles a serem testadas. Em seguida, foi realizada a
inoculação dos microorganismos em questão, mergulhando-se um swab estéril nos
tubos de ensaios previamente preparados, que já haviam atingido uma turbidez
equivalente à escala de Mc. Farland 0.5, e espalhadas na superfície do ágar
solidificado.
Após essa etapa prosseguiu-se dispensando as soluções em teste sobre
as perfurações. Com auxílio de uma micropipeta foram colocados sobre as
perfurações, sem extravasamento, 25 µL dos agentes antimicrobianos. As placas
contendo os inócuos foram incubadas de acordo com a TABELA 4.
Os testes de atividades antimicrobianas para cada microorganismo foram
realizados em triplicata.
TABELA 4 – Tempo e forma de incubação das placas contendo os inóculos
microbianos ocorridos em estufa a 37ºC.
Tempo de incubação
(horas)
Condições atmosféricas no
interior da jarra de Gaspark
F. nucleatum 24 Anaerobiose e ± 10% de CO
2
A.
actinomycetemcomitans
24 Anaerobiose e ± 10% de CO
2
E. fecalis 24 ± 10% de CO
2
S. mutans 48 ± 10% de CO
2
Lactobacillus 48 ± 10% de CO
2
C. albicans 24 Fora da jarra
As zonas de inibição de crescimento bacteriano (halo) foram medidas
com auxílio de uma régua milimetrada, sendo
comparadas com os controles positivo
39
e negativo. A leitura foi feita medindo-se de uma borda a outra do halo formado,
passando pelo centro do poço (Figura 3).
Figura 3 – Medição de uma borda a outra do halo
formado, passando pelo centro do poço.
40
4 RESULTADOS
Os resultados da atividade antimicrobiana foram observados nas placas e
mostraram resultados variados em relação aos três dentifrícios testados. Os
controles positivos produziram halo de inibição demonstrando sua atividade
antimicrobiana para os seis microorganismos, enquanto os controles negativos não
formaram halo.
Os resultados referentes aos testes de atividade antimicrobiana dos
dentifrícios sobre patógenos orais estão mostrados nas tabelas 5 e 6, a seguir.
TABELA 5 – Halo de Inibição (mm) dos microorganismos avaliados em relação aos
dentifrícios.
MICROORGANISMOS
DENTIFRÍCIOS CONTROLES*
N
P
FB
CL
PP
MA
DP
MA
DP
MA
DP
MA
DP
MA
DP
F. nucleatum 0 0 0 0 0 0 13 1 0 0
A.
actinomycetemcomitans
0 0 0 0 0 0 13,3 2,52 0 0
E. faecalis 9,33 0,58
10,7 0,58
14,3 0,58
16,7 0,58 13,8 0,29
S. mutans 9 1 28,3 0,58
24,8 4,01
19,3 2,08 14 1
L. acidophillus 0 0 11,5 1,32
12,3 1,53
12,3 2,52 11 1
C. albicans 0 0 10,7 0,58
10,2 0,58
11,7 0,76 11,7 1,15
N - Noplak Max® P - Protta® FB - Forever Bright® CL – Clorexidina PP - Propólis
MA – Média aritmética DP – Desvio padrão
41
TABELA 6 – Determinação da diluição inibitória mínima (DIM).
MICROORGANISMOS
DIM
N
P
FB
CL
PP
F. nucleatum - - - 1:2 -
A. actinomycetemcomitans - - - 1:4 -
E. faecalis 1:1 1:2 1:4 1:4 1:1
S. mutans 1:1 1:8 1:8 1:2 1:1
L. acidophillus
*
- - - - -
C. albicans - 1:1 1:1 1:4 1:1
N - Noplak Max® P - Protta® FB - Forever Bright® CL – Clorexidina PP – Propólis
*
Não avaliados
FIGURA 4 – Teste antimicrobiano A.actinomycetemcomitans. A) Halo de
Inibição. B) Determinação da diluição inibitória mínima do dentifrício Protta®; (F
-
)
Controle negativo manipulado; (MK
-
) Controle negativo Mavaltikids; (CL
+
)
Controle positivo Clorexidina; (PV
+
) Controle positivo Própolis; (N) Noplak Max®;
(P) Protta®; (FB) Forever Bright®; PP – Propólis.
M
K
-
CL
+
P
FB
N
PV
+
F
-
1:1
1:2
1:
4
1:
8
1:
16
1:
32
42
FIGURA 5 – Teste antimicrobiano para C. albicans. A) Halo de Inibição. B)
Determinação da diluição inibitória mínima do dentifrício Protta®; (F
-
) Controle
negativo manipulado; (MK
-
) Controle negativo Mavaltikids; (CL
+
) Controle positivo
Clorexidina; (PV
+
) Controle positivo Própolis; (N) Noplak Max®; (P) Protta®; (FB)
Forever Bright®; PP – Propólis.
FIGURA 6 – Teste antimicrobiano para E. faecalis. A) Halo de Inibição. B)
Determinação da diluição inibitória mínima do dentifrício Noplak®; (F
-
) Controle
negativo manipulado; (MK
-
) Controle negativo Mavaltikids; (CL
+
) Controle positivo
Clorexidina; (PV
+
) Controle positivo Própolis; (N) Noplak Max®; (P) Protta®; (FB)
Forever Bright®;PP – Propólis.
M
K
-
CL
+
P
N
PV
+
F
-
1:1
1:2
1:
4
1:8
1:
16
1:
32
FB
M
K
-
CL
+
P
FB
N
PV
+
F
-
1:1
1:2
1:
4
1:
8
1:
16
1:
32
43
FIGURA 7 – Teste antimicrobiano para S. mutans. A) Halo de Inibição. B)
Determinação da diluição inibitória mínima do dentifrício Forever Bright®; (F
-
)
Controle negativo manipulado; (MK
-
) Controle negativo Mavaltikids; (CL
+
)
Controle positivo Clorexidina; (PV
+
) Controle positivo Própolis; (N) Noplak Max®;
(P) Protta®; (FB) Forever Bright®; PP – Propólis.
M
K
-
CL
+
P
N
PV
+
F
-
1:1
1:2
1:
4
1:
16
1:
8
1:
32
FB
44
5 DISCUSSÃO
A utilização de antimicrobianos através de indicações e intervenções
farmacológicas mais efetivas e precisas tem sido permitida pela maior compreensão
da etiopatogenia das doenças bucais. O emprego de antimicrobianos locais tem sido
uma estratégia amplamente, aplicada na rotina clínica, com a finalidade de combater
os efeitos indesejáveis dos agentes sistêmicos, pois agem diretamente nas bactérias
presentes na microbiota oral. Nesse contexto , a própolis surge como uma proposta
promissora como agente antimicrobiano por ser uma substância natural, além dos
indícios de ser uma substância não citotóxica (SONMEZ et al., 2005; CURY et al.,
2007). A propriedade antimicrobiana da própolis é amplamente relatada, sendo
destacada sua ação sobre inúmeros microrganismos orais (KOO et al., 2000;
BANSKOTA et al.,2001; SWERTS et al., 2002).
O S.mutans de acordo com os resultados deste trabalho mostraram ser
sensíveis aos três dentifrícios utilizados na pesquisa: Noplak®, o Forever Bright® e o
Protta®, cujos halos de inibição formados foram de 9 mm, 28,3 mm e 24,8 mm,
respectivamente. A sensibilidade do S. mutans aos dentifrícios com própolis foram
relatadas por Panzeri et al.,(1999) e Azevedo (2007). Vale ressaltar que esse último
obteve resultados com um dos dentifrícios utilizados no presente trabalho, o Protta®.
Azevedo (2007) observou em seu trabalho que não se pode atribuir esse
resultado exclusivamente à própolis, pois o dentifrício continha outras substâncias
na sua formulação, como por exemplo, o flúor que poderia ser responsável pela
atividade anticariogênica demonstrada. Entretanto, no presente estudo, obteve-se
resultados positivos tanto com os dentifrícios da Protta®, à base de própolis e flúor,
e também com o Forever Bright® cuja fórmula não apresenta flúor. Por outro lado, o
Forever Bright® apresenta Aloe barbadensis em sua fórmula. A esta planta são
reconhecidas propriedades antibacterianas, antifúngicas, anti-inflamatórias e
cicatrizante (SOEDA et al., 1966). Outro dentifricio a base de propólis e flúor, o
Prodente – Própolis, foi avaliado por Rosell et al. (2004) cujos resultados
demonstram resistência ao S. mutans. Os autores correlacionam esse resultado à
concentração e a origem da própolis utilizada no dentifrício. Assim, não podemos
afirmar que a própolis é a única substância responsável pelo efeito inibitório no
45
crescimento do S. mutans, pois outras substâncias presentes na composição do
dentifrício poderiam estar inibindo seu crescimento.
De acordo com Koo (1999) e Park et al. (1998) o controle do crescimento
do S.mutans ocasiona uma significativa redução na formação do biofilme sobre os
dentes. Dessa forma, após a realização deste trabalho há indícios da capacidade de
controle de crescimento do S. mutans através do uso dos dentifrícios da Noplak®,
Protta® e Forever Bright®. Esses dois últimos demonstraram ser mais eficazes, uma
vez que apresentaram DIM de 1:8 nos dois dentifrícios, tendo um possível efeito
anticariogênico.
O Enterococcus feacalis mostrou-se sensível aos três dentifrícios em
teste, no entanto, o Noplak® apresentou halos de inibição 9,33 mm e DIM de 1:1,
mostrando menor atividade antimicrobiana que os demais, cujos resultados
demonstraram halos de 10,7 mm e 14,3 com DIM de 1:2 e 1:4 para Protta® e
Forever Bright®, respectivamente. Em estudo realizado por Panzeri et al. (1999) foi
observada a eficiência de um dentifrício experimental à base de própolis que se
mostrou eficaz diante de cocos gram-positivos, sendo o E. faecalis o mais resistente
dos cocos .
O E. faecalis são microorganismos entéricos comensais que atuam como
patógenos oportunistas. São normalmente isolados em canais radiculares, no
entanto, não é improvável que esteja presente no biofilme dental uma vez que têm a
capacidade de expressar proteínas que dão à capacidade de adaptação e
sobrevivência em diferentes condições ambientais, tais como as proteínas de
superfície, fatores de aderência e substância de agregação que facilitam adesão
deste microrganismo na dentina humana (SUNDQVIST, 1985; EVANS et al., 2002;
SEDGLEY et al., 2005).
Os testes antimicrobianos com a C. albicans demostraram sensibilidade
dessas leveduras aos cremes dentais Protta® e Forever Bright® cujos halos de
inibição formados foram 10,7 mm e 10,2 mm, respectivamente e DIM de 1:1 em
ambos dentifrícios. Furletti (2006) em seu estudo concluiu que pacientes com
doença periodontal apresentaram níveis de colonização por Candida sp relevantes,
principalmente na mucosa bucal e bolsa periodontal. Dessa forma, o uso dos
dentifrícios poderá ser um importante coadjuvante não somente à terapia
periodontal, mas também a outras doenças da cavidade oral em que há colonização
da Candida.
46
O L. acidophillus apresentou sensibilidade ao Protta® e Forever Bright®
com halos de inibição de 11,5 mm e 12,3mm. Esse microorganismo está
intimamente relacionado à doença cárie, pois seus produtos metabólicos promovem
uma diminuição do pH na região colonizada ocasionando a desmineralização da
superfície dental. O DIM dos L. acidophillus não foi avaliado, pois as cepas de L.
acidophillus foram perdidas antes da realização desta etapa da pesquisa.
Os microorganismos periodontopatogenicos, F. nucleatum e A.
actinomycetemcomitans avaliados não foram inibidos por nenhum dos dentifrícios
empregados, sendo as únicas bactérias gram-negativas utilizadas na pesquisa.
Pinto et al.(2001) observou que bactérias gram-positivas se mostram mais sensíveis
que as gram-negativas aos extratos de própolis.
Alguns autores como Silveira et al. (1992), Koo et al. (2000), Swerts et al.
(2002) são unânimes em relatar que a própolis tem atividade antimicrobiana sobre
as bactérias da placa supragengival, em que os flavonóides atuariam tanto no
rompimento da membrana plasmática, como na motilidade bacteriana (MIRZOEVA
et al., 1997; SWERTS et al., 2002). Porém, este efeito inibitório da própolis não pôde
ser constatado após o teste com o Noplak® para a maioria dos microorganismos
testados.
A origem geográfica da própolis é importante para sua efetiva aplicação
terapêutica (PARK et al., 2002). Além disso, a proporção das substâncias presentes
na própolis é variável em função do local e da época de coleta da mesma
(STEPANOVIC et al., 2003). Isso poderia explicar a não formação de halo de
inibição no teste com o Noplak®, em algumas situações. Outro fator que poderia
justificar a não atividade deste dentifrício é a concentração da própolis presente,
visto que esta tem seu efeito antimicrobiano conhecido. Vários contatos foram
realizados com fabricante, visando a obtenção de informações sobre a origem e a
concentração da própolis empregadas no Noplak, sem a obtenção de um
esclarecimento. Além disso, o efeito antagonista entre as substâncias presentes na
fórmula, poderia ser outro fator que estaria interferindo na atividade antimicrobiana.
Gebara et al. (2002) apontaram em seu trabalho que a composição da
própolis é complexa, pois possui uma composição muito variada, o que dificulta a
total compreensão dos mecanismos de ação antimicrobiana dos compostos
presentes. Diante desta dificuldade Park et al. (1998) destacaram a importância do
isolamento e a identificação dos princípios ativos da própolis.
47
O presente trabalho abre um leque de opções que poderão complementar
os dados obtidos, como o emprego da mesma técnica para avaliar as mesmas
drogas frente a outros microorganismos orais, principalmente àqueles relacionados
às doenças que têm a placa bacteriana como um dos fatores etiológicos, como a
cárie e a doença periodontal.
É importante lembrar que os microrganismos foram testados
isoladamente, isto é, fora das condições bucais em que há presença da saliva, pH
variável e flora bacteriana variável, em termos qualitativos e quantitativos, de
indivíduo para indivíduo. Tais situações são totalmente diferentes das encontradas
nos testes in vitro, o que enfatiza a necessidade de estudos posteriores para
comprovar a efetividade destes dentifrícios. Por isso, são necessárias novas
pesquisas in vivo para que se possa confirmar a efetividade do uso de cremes
dentais à base de própolis como alternativas auxiliares aos tratamentos das doenças
bucais.
48
6 CONCLUSÕES
Com base nos resultados obtidos neste estudo pode-se concluir que:
1. Os resultados da atividade antimicrobiana para os dentifrícios
Protta® e Forever Bright® frente aos microorganismos S.
mutans, E. faecalis e C. albicans, demonstraram ação inibitória.
2. O dentifrício Noplak® possui uma menor atividade
antimicrobiana, sendo limitada a S. mutans e E. faecalis.
49
REFERÊNCIAS
ALBANDAR, J.M.; RAMS, T.E. Risk factores for periodontitis in children and yong
persons. Periodontol. 2000, v.29, n.1, p 207-22, Abr. 2002.
ALMEIDA, R.V.D et al. Efeito clinico de solução anti-séptica a base de própolis em
crianças cárie ativas. Pesq Bras Odontoped Clin Integr. João Pessoa, v.6, n.1, p 87-
92, jan/abr. 2006.
AZEVEDO, Izabelle Maria Cabral de. Avaliação do efeito anticariogênico de uma
geoprópolis e de uma própolis coletadas no Maranhão. São Luís, 2007. 13p.
Monografia – Faculdade de Odontologia da Universidade Federal do Maranhão.
AZEVEDO, Rosa Vitória Palamin et al. Candida sp na cavidade bucal com e sem
lesão: diluição inibitória máxima de Própolis e Periogard. Rev. Microbiol., vol. 30, n. 4,
p.335-341, out./dez.1999.
BANSKOTA, A.H. et al. Review article – Recent progress in pharmacological research
of propolis. Phytother Res, v.15, n.7, p.561-571, 2001.
BEIGHTON, D. et al. Use of CHRO Magar Candida medium for isolation of yeasts from
dental samples. J Clin Microbiol., v. 33, n. 11, p. 3095-3027, 1995.
BOLSTAD, A. I.; H. B. JENSEN; V. BAKKEN. Taxonomy, biology, and periodontal
aspects of Fusobacterium nucleatum. Clinical Microbiology Reviews, v. 9, n. 1, p.
55-71, 1996.
BOSIO, K. et al. In vitro activity of propolis against Streptococcus pyogenes. Lett Appl
Microbiol, v.31, n.3, p.174- 177, 2000.
BUDTZ-JÖRGENSEN, E.; STENDERUP, A.; GRABOWSKI, M. An epidemiologic
study of yeasts in elderly denture weares.Community. Dent Oral Epidemiol., v. 3, n. 3,
p. 115-119, 1975.
CANNON R.D., HOLMES A.R, MASON A.B., et al. oral Candida: Clearance,
Colonization, or Candidiasis? J. Dent Res., v.74, n. 5, p. 1152-1161, 1995.
CASTALDO, S.; CAPASSO, F. Propolis, an old remedy used in modern medicine.
Fitoterapia, v.73, n.1, p.S1 – S6, 2002.
CASTRO, A. M.; MOCHIDOME, F. I. et al. Streptococcus mutans na cavidade bucal
de bebês e sua relação com a cárie dentária. Revista do CRO-MG, v.6, n.1,p.24-27,
2000.
50
CIANCIO, S.G. Local delivery of chlorhexidine. Compend Contin Educ Dent., v. 20,
n. 5, p. 427-432, 1999.
COUTO, G.B.L. et al. Utilização de cremes dentais contendo juá na inativação de
lesões de manchas brancas. J. Bras. Odontopediatr., v. 5, p. 28-34, 2002.
CURY, J. A. et al. Chemical composition and biological activity of a new type of
Brazilian propolis: red propolis. J Ethnopharmacol., v.113, n. 2, p. 278-83, set 2007.
DAHLE, U.R.; OLSEN I. Anaerobiosi and serum promote mycelium formation by
Candida albicans in clonies on TSBV agar. Acta Odontol Scand., v. 49, p. 41-5, 1991.
DARVEAU RICHARD. P.; TANNER ANNE, PAGE ROY C. The microbial challenge in
periodontitis. Periodontology 2000, v. 14, n. 1, p. 12-32, Jun, 1997.
DE REPENTIGNY, L.; AUMONT, F.; BERNARD, K.; BELHUMEUR, P. Caracterization
of binding of Candida albicans to small intestinal mucin and its role in adherence to
mucosal epithelial cells. Infect. Immun., v. 68, n. 6, p. 3172-3179, 2000.
DUKE, S.A.; FORWARD, G.C. The conditions occurring in vivo when brushing with
toothpaste. Br Dent J., v. 152, p. 52-4, 1982.
ESTRELA, C.; RIBEIRO, RG; ESTRELA, C.R.A.; PÉCORA, J. D.; SOUSA-NETO, M.
D. Antimicrobial effect of 2% sodium hypochlorite and 2% chlorhexidine tested by
different methods. Braz. Dent. J. – Ribeirão Preto, v.14, n.1, Jun 2003.
EVANS, M.; DAVIES, J. K.; SUNDQVIST, G.; FIGDOR, D. Mechanisms involved in the
resistance of Enterococcus faecalis to calcium hydroxide. Int Endod J, v. 35, p. 221-
228, 2002.
EVANS, M.; DAVIES, J. K.; SUNDQVIST, G.; FIGDOR, D. Mechanisms involved in the
resistance of Enterococcus faecalis to calcium hydroxide. Int Endod J, v. 35, p. 221-
228, 2002.
FERNANDES JÚNIOR, A. et al. Atividade anti Staphylococcus aureus de extratos de
própolis (EP) de Apis mellifera preparados com diferentes concentrações de etanol
como extrator. Rev Ciênc Farm, v.24, n.2, p.147–152, 2003.
FERNANDES JÚNIOR, A. et al. Atividade antimicrobiana de própolis de Apis mellifera
obtidas em três regiões do Brasil. Ciência Rural, v.36, n.1, jan-fev, 2006.
FERNANDES JÚNIOR, A. et al. The antibacterial activity of propolis produced by Apis
mellifera L. and Brazilian stingless bees. J Venom Anim Toxins, v.7, n.2, p.173-182,
2001.
51
FIGDOR, D.; DAVIES, J. K.; SUNDQVIST, G. Starvation survival, growth and recovery
of Enterococcus faecalis in human serum. Oral Microbiol Immunol, v. 18, p. 234-239,
2003.
FUKAYAMA, M; CALDERONE, RA. Adherence of cell surface mutants of Candida
albicans to buccal ephitelial cells and analyses of the cell surface proteins of mutants.
Infect Immun Washington., v. 59, n. 4, p. 1341-1345, 1991.
FURLETTI, Vivian Fernandes. Suscetibilidade de isolados orais de Candida spp
provenientes de pacientes com doença periodontal aos antifúngicos azólicos e a
Anfotericina B. Piracicaba, SP, 2006. 99p. Dissertação - Universidade Estadual de
Campinas. Faculdade de Odontologia de Piracicaba.
GASPARETTO, A.; ARANA-CHAVEZ, V. E.; AVILA-CAMPOS, M. J. Aderência de
Actinobacillus actinomycetemcomitans às células epiteliais bucais: estabilidade e
aspectos ultra-estruturais. Pesqui Odontol Bras, v. 14, n. 4, p. 311-318, out./dez.
2000.
GEBARA, E. C.E.; LIMA, L. A.; MAYER, M. P.A. Atividade antimicrobiana da própolis
contra bactérias periodontopatogênicas. Braz. J. Microbiol., vol.33, n.4, p.365-369,
out./dez. 2002.
GEBARA, E.C.E., ZARDETTO, C.G.C., MAYER, M.P.A. Estudo in vitro da ação
antimicrobiana de substâncias naturais sobre S. mutans e S. sobrinus. Rev Odontol
Univ São Paulo, v.10, n.4, p.251- 6, 1996.
GHISALBERTI, E.L. Propolis: a review. Bee World, v.60, n.2, p.59-84, 1979.
GOLD, O. G.; JORDAN, H. V.; VAN HOUTE, J. A selective medium for Streptococcus
mutans. Archives of Oral Biology, v.18, n.11, p.1357-1364, nov. 1973.
HAFFAJEE, A.D. et al. The effect of SRP on the clinical and microbiological
parameters of periodontal diseases. J Clin Periodontol., v. 24, n. 5, p. 324-34, 1997.
HAFFAJEE, A.D., SOCRANSKY S.S. Microbial etiological agents of destructive
periodontal diseases. Periodontology 2000, v. 5, p. 78-111, 1994.
HOLMES, A.R. Interactions of Candida albicans with bacteria and salivary molecules
in oral biofilms. J Gen Micobiol., v. 15, n. 3, p. 208-213, 1995.
IKENO K., IKENO T., MIYAZAWA C. Effects of propolis on dental caries in rats. Caries
Res.,v. 25, n. 5, p. 347-51, 1991.
JORGE, A. O. C. Microbiologia bucal. 2 ed. São Paulo: Livraria Editora Santos,
1998.
52
JURGENSEN, C.A; JURGENSEN, L.D. Passivação do cobre, alternativa para
obtenção da condição de anaerobiose. Rev. Bras. Pat. Clín, v. 18, n.3, 1982.
KALDAHL, W.B. et al. Evaluation of four modalities of periodontal therapy. Mean
probing depth, probing attachment level and recession changes. J periodontol., v. 59,
n. 12, p. 783-93, Dez, 1988.
KONEMAN, E. W. et al. Diagnóstico microbiológico. Texto e Atlas Colorido. 5. ed.
Rio de Janeiro: MEDSI, 2001. p. 589-659.
KOO, H. Avaliação do potencial anti-cárie e antiplaca de propólis de Apis
mellifera selecionadas de duas regiões do Brasil. Piracicaba: FOP, 1999. 117p.
Tese (Doutorado em Odontologia). Faculdade de Odontologia de Piracicaba, 1999.
KOO, H. et al. In vitro antimicrobial activity of propolis and Arnica montana against oral
pathogens . Archives of Oral Biology., v. 45, p. 141-148, 2000.
KOO, H.; ROSALEN, P.L.; CURY, J.A.; PARK Y.K.; BOWEN, W.H. Effects of
Compounds Found in Propolis on Streptococcus mutans Growth and on
Glucosyltransferase Activity. Antimicrob Agents Chemother, v. 46, n. 5, p. 1302-
1309, Mai, 2002.
KORU, O. et al. In vitro antimicrobial activity of propolis samples from different
geographical origins against certain oral pathogens. Anaerobe., v. 13, n. 3-4, p. 140-5,
jun-ago 2007.
LAMKIM, M.S.; OPPENHEIM, F.G. Structural features of salivary function.Crit Rev
Oral Biol Med., v. 4, n. 3, p. 251-259, 1993.
LEE, S.S; ZHANG, W; LI, Y. The antimicrobial potential of 14 natural herbal dentifrices:
Results of an in vitro diffusion method study. JADA, v. 135, August 2004.
LEONARDO, M. R. Endodontia Tratamento de Canais Radiculares. São Paulo:
Artmed: 2005.
LEONARDO, M.R. et al. In vitro evaluation of antimicrobial activity of sealers and
pastes used in Endodontics. J Endod, v.26, n.7, p.391-394, 2000.
LIMA, F.L.; FARIAS, F.F.; CAMPOS, P.C. Leukotoxic activity of A.
actinomycetencomitans isolated from human and non-human primates. Braz J
Microbiol, v. 32, n. 3, p. 250-56, 2001.
LIN, S. et al. In vitro antibacterial efficacy of a new chlorhexidine slow-release device.
Quintessence Int., v. 37, n. 5, p. 391-4, mai 2006.
53
LINDHE, J. Tratado de periodontia clínica e implantologia oral. 4.ed.Rio de
Janeiro: Guanabara Koogan, 2005.
LINS, R. D.A.U. et al. Atividade ósteo-reabsortiva na doença periodontal: o papel das
citocinas e prostaglandinas. Rev. Cir. Traumatol. Buco-Maxilo-fac., Camaragibe, v.7,
n.2, p. 29 - 36, abr./jun. 2007.
LÖE, H; THEILADE, E; JENSEN, B. Experimental gingivitis in man. J Periodontol, v.
36, p. 177-87, 1965.
LOESCHE,W.J. Cárie Dental - Uma infecção tratável. Rio de Janeiro: Cultura
Médica, 1993.
LOVE, R. M. Enterococcus faecalis a mechanism for its role in endodontic failure. Int
Endod J, v. 34, p. 399-405, 2001.
MANGELS, J.I. et al. Quantitative Evaluation of Three Commercial Blood Culture
Media for Growth of Anaerobic Organisms. Journal of Clinical Microbiology, v. 7, n.
1, p. 59-62, Jan 1978.
MARSH, P. D. Microbiological aspects of the chemical control of plaque and gingivitis.
J Dent Res, v. 71, n. 7, p. 1431-1438, 1992.
MARSH, P.; MARTIN, M. Oral microbiology 3rd ed. London, United Kingdom:
Chapman & Hall, 1992.
MARTINEZ SILVEIRA, G. et al. Efectos curativos de uma solucion hidroalcoholica del
propoleos cubano al 1.5% em la terapeutica periodontale. Rev. Cubana Estomat.,
v.29, p. 14-19, 1992.
MARTINEZ SILVEIRA, G. et al. Efectos curativos de uma solucion hidroalcoholica del
propoleos cubano al 1.5% em la terapeutica periodontale. Rev. Cubana Estomat.,
v.29, p. 14-19, 1992.
MARTINEZ, M. B. ; UZEDA, M. Outros Bacilos Anaeróbios. In: Luiz Rachid Trabulsi ;
Flavio Althertum. (Org.). Microbiologia. 4a. ed. São Paulo: Atheneu, 2004, v. 1, p. 395-
398.
MEYER S.A., AHEARN D.G., YARROW D. Genus 4. Candida berkholt. In: KREGER-
van RIJ, N.J.W. The yeasts: a toxanomic study, 3. Ed., Amrterdam: Elsevier Science
Publisers, 1984: 585-844.
MIRZOEVA, O.K.; GRISHANIN, R.M.; CALDER, P.C. Antimicrobial action of propolis
and some of its componentes : Deffects on growth, membrane potential and motility of
bacteria . Microbiological Research, v. 152, p. 239-246, 1997.
54
NATIONAL COMMITTEE FOR CLINICAL LABORATORY STANDARDS. Performance
standards for antimicrobial susceptibility testing; Fourteenth Informational Supplement
- M100-S14. NCCLS, v. 24, n. 1, 2004.
NIKAWA, H.; HAMADA, T.; YAMAMOTO, T. Denture plaque past and recent concerns.
J Dentistry., v. 26, p. 299-304,1998.
PAIVA, J.G.; ANTONIAZZI, J.H. Endodontia: Bases para a prática Clínica. 2. ed.
São Paulo: Artes Médicas. 1993.
PANZERI, H. et al. Preparation and antimicrobial activity of gelatin microparticles
containing propolis against oral pathogens. Drug Dev Ind Pharm., v. 32, n. 2, p. 229-
38, Fev 2006.
PANZERI, H. et al. Um dentifrício experimental contendo própolis: avaliações físicas,
microscópicas e clínicas.Rev. ABO Nac, v.7, n.1, p. 26-30, fev-mar 1999.
PARK Y.K. et al. Antimicrobial activity of propolis on oral microorganisms. Curr
Microbiol., v. 36, n.1, p. 24-8, Jan 1998.
PARK Y.K. et al. Própolis produzida no sul do Brasil, Argentina e Uruguai: Evidências
fitoquímicas de sua origem vegetal. Ciênc Rural, v.32, n.6, p.997-1003, 2002.
PARK, Y.K. et al. Effects of própolis on S. mutans, Actinomyces naesludii and
Staphylococcus aureus. Rev Microbiol., v. 29, n. 2, p. 143-148, 1998.
PARK, Y.K.; ALENCAR, S.M.; SCAMPARINI, A.R.P.; AGUIAR, C.L. Própolis
produzida no sul do Brasil, Argentina e Uruguai: Evidências fitoquímicas de sua
origem vegetal. Ciênc Rural, v.32, n.6, p.997-1003, 2002.
PECIULIENNE, V., BALCIUNIENE, I., ERIKSEN, H.M., HAAPASALO, M. Isolation of
Enterococcus faecalis in previously root-filled canais in a Lithuanuan population. J.
Endod., v.26, p.593-5, 2000.
PEREIRA, J.V.; SAMPAIO, F.C. Estudos com o extrato da punica granatum linn
(roma): Efeito antimicrobiano in vitro e avaliação clinica de um dentifrício sobre
microorganismos do biofilme dental . Jornal da Aboprev., v. 8, Fev-Abr 2003.
PEREIRA, J.V.; SILVA, S.C.; FILHO, L.S.; HIGINO, J.S. Atividade antimicrobiana do
extrato hidroalcólico da punica granatum linn sobre microorganismos formadores de
placa bacteriana. Revista Periodontia., v. 12, p. 56-64, 2001.
PIETTA P.G. et al. Analytical methods for quality control of propolis. Fitoterapia, v.73,
n.1, p.S7-S20, 2002.
55
PINTO M.S. et al. Efeito de extratos de própolis verde sobre bactérias patogênicas
isoladas do leite de vacas com mastite. Braz J Vet Res Anim Sci, v.38, n.6, p.278-
283, 2001.
PINTO, M.S. et al. Efeito de extratos de própolis verde sobre bactérias patogênicas
isoladas do leite de vacas com mastite. Braz J Vet Res Anim Sci, v.38, n.6, p.278-
283, 2001.
ROSELL, F.L. et al. Atividade antimicrobiana de substâncias naturais em dentifrícios.
Saúde rev. Piracicaba, v. 6, n. 14, p. 39-44, 2004.
SALAZAR-SILVA, J. R. Avaliação da adesividade do cimento ketac-cem na
superfície de dentina radicular tratada com diferentes substâncias. 65f. Tese
Doutoramento. Faculdade de Odontologia da Universidade de São Paulo. 2000.
SAMARANAYAKE, L.P. Oral candidosis: an old disease in new guises. Dent. Update,
v. 17, p. 36-38, 1990.
SAMARANAYAKE, Y.H.; SAMARANAYAKE, L.P.; POW, E.H.; BEENA, V.T.; YEUNG,
K.W. Antifungal effects of lysozyme and lactoferrin against genetically similar,
sequential Candida albicans isolates from a human immunodeficiency virus-infected
southern Chinese cohort. J. Clin. Microbiol., 39: 3296-3302, 2001.
SANTOS, F.A.; BASTOS, E.M.; RODRIGUES, P.H.; UZEDA, M.; CARVALHO, M.A.;
FARIAS, L. M., MOREIRA, E.S. Susceptibility of Prevottella inteermedia/Prevotella
nigrescens (and Porphyromona gingivalis) to Propolis (Bee Glue) and other
Antimicrobial Agents. Anaerobe, v. 8, n. 1, p. 9-15, 2002.
SAXTON, C.A.; LANE, R.M.; VAN DER OUDERAA, F. The effects of a dentifrice
containing a zinc salt and a non-cationic antimicrobial agent on plaque and gingivitis. J.
Clin. Periodontol. Copenhagen, v.13, p. 144-8,1987.
SCHEIE, A. Quimioprofilaxia da cárie dentária. In: THYLSTRUP, A.; FEJERSKOV, O.
Cariologia Clínica. 3 ed. São Paulo: Santos. 2001.
SEDGLEY, C. M.; MOLANDER, A.; FLANNAGAN, S. E.; NAGEL, A. C.; APPELBE, O.
K.; CLEWELL, D. B.; DAHLÉN, G. Virulence, phenotype and genotype characteristics
of endodontic Enterococcus spp. Oral Microbiol Immunol, v. 20, p. 10-19, 2005.
SEGAL, E.; BAUM, G.L. Pathogenic yeasts and yeast infections. CRC, Boca Raton,
Ann Arbor, London, Tokyo, 1994. 297p.
SFORCIN, J.M.; FERNANDES, A. Jr.; LOPES, C.A.; BANKOVA, V.; FUNARI, S.R.
Seasonal effect on Brazilian propolis antibacterial activity. J Ethnopharmacol, v.73,
n.1-2, p. 43- 249, 2000.
56
SIQUEIRA JÚNIOR, J. F.; DE UZEDA M.; FONSECA M. E. A scanning electron
microscopic evaluation of in vitro dentinal tubules penetration by selected anaerobic
bacteria. J. Endod., v. 22, n. 6, p. 308-310, 1996.
SIQUEIRA JÚNIOR, J.F.; LIMA, K.C.; MAGALHÃES, F.A.C.; LOPES, H.P.; UZEDA,
M. Mechanical reduction of the bacterial population in the root canal by three
instrumentation techniques. J Endod. 1999;25:332-5
SOARES, D.G.S. et al. Susceptibilidade in vitro de bactérias bucais a tinturas
fitoterápicas. Revista Odonto Ciência – Fac. Odonto/PUCRS, v. 21, n. 53, jul./set.
2006.
SOCRANSKY S.S.; HANFFAJEE, A.D. Microbiologia da Doença Periodontal. In:
LINDHE J. Tratado de periodontia clínica e implantologia oral. 4.ed.Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan, 2005. 111p
SOCRANSKY, S.S. et al. Microbial complexes in subgingival plaque. J Clin
Periodontol, v. 25, p. 134-44, 1998.
SOCRANSKY, S.S. Relationship of bacteria to the etiology of periodontal disease. J
Dent Res, v. 49, p. 2003-22, 1970.
SOEDA M, OTOMO M, OME M, KAWASHIMA K. Studies on anti-bacterial and anti-fungal
activities of Cape aloe. Nippon Saihingaku Zasshi., v. 21, p 609-614, 1966.
SONMEZ S; KIRILMAZ L; YUCESOY M; YÜCEL B; YILMAZ B. The effect of bee
propolis on oral pathogens and human gingival fibroblasts. J Ethnopharmacol, v. 102,
n.3, p. 371-6, Dez, 2005.
SOUZA, Juliana Garcia Mugnai Vieira. Avaliação da ação antimicrobiana de
dentifrífios fluoretados comparado com hidróxido de cálcio através da cultura
de microorganismos presentes na lesão de cárie dentária. Marília, 2005. 83p.
Dissertação (Mestrado em Clínica Odontológica) – Faculdade de Ciências
Odontológicas – Universidade de Marília.
STENDERUP, A. Oral mycology. Acta Odontol Scand., v.48, n. 1, p. 3-10, 1990.
STEPANOVIC, S. et al. In vitro antimicrobial activity of propolis and synergism
between propolis and antimicrobial drugs. Microbiol Res, v.158, n.4, p.353-357, 2003.
STEPANOVIC, S. et al. In vitro antimicrobial activity of própolis and synergism
between própolis and antimicrobial drugs. Microbiol Res, v.158, n.4, p.353-357, 2003.
STEPANOVIC, S.; ANTIC, N.; DAKIC, I.; SVABIC-VLAHOVIC, M. In vitro antimicrobial
activity of propolis and synergism between própolis and antimicrobial drugs. Microbiol
57
Res
, v.158, n.4, p.353-357, 2003.
STUART, C.H. et al. Enterococcus faecalis: its role in root canal treatment failure and
current concepts in retreatment. J Endod, v.32, n.2, p.93-8, 2006.
SUNDQVIST, G; BYSTRÖM, A. Bacteriologic evaluation of the efficacy of mechanical
root canal instrumentation in endodontic therapy. Scan J Dent Res, v.89, n.5, p.321-
328, 1985.
SWERTS M.S.O. et al. Atividade antimicrobiana da pr6polis sobre bacterias bucais .
JBE - Jornal Brasileiro de Endo/Perio., v. 3, n. 10, p. 256-261, 2002.
TEIXEIRA. L.M.; FACKLAM, R.R. Enterococcus. In: MURRAY, P.R. et al. (eds.).
Manual of Clinical Microbiology. 8. ed. Washington, D.C.: American Society for
Microbiology, 2003. p. 422-33.
THYLSTRUP, A.; FEJERSKOV, O. Cariologia Clínica. 3 ed. São Paulo: Santos. 2001
TOLEDO, M. R. F.; CASTRO, A. F. P. Outras Bactérias Aeróbias e anaeróbias
facultativas . In: TRABULSI, Luiz Rachid. Microbiologia. São Paulo: Atheneu. 1998.
TORRES C.R.G..; KUBO, C.H.; ANIDO, ANDRÉA A.; RODRIGUES, J. R. Agentes
antimicrobianos e seu potencial de uso na Odontologia. Rev Fac Odontol São José
dos Campos, v.3, n.2, jul./dez, 2000.
VANHAELEN M; VANHEELEN-FASTRE R. Própolis: Origine, micrograhie,
composition chimique et activité thérapeutique. J. Pharm. Belg., v.34, n. 5, p. 253-
259, 1979.
VIANA E.M. et al. Estudo clinico comparativo entre dentifricios a base de jua e jua com
propolis em gengivite experimental em humanos. Revista Periodontia., v. 14, n. 4,
dez 2004.
WALTIMO, T. M.; DASSANAYAKE, R.S; ORSTAVIK, D. Phenotypes and randomly
amplied polymorphic DNA profiles of Candida albicans isolates from root canal
infections in a Finnish population. Oral Microbiol Immunol., v. 16, p. 106-112, 2001.
WALTIMO, T.M.T., SIRÉN, E.K., ORSTAVIK, D., HAAPASSALO, M.P.P. Susceptibility
of oral Candida species to calcium hidroxide in vitro. Int Endod J, v.32, n.2, p.94-98,
1999.
WEYNE, Sergio de Carvalho; HARARI, Sônia G. Cariologia: Implicações r aplicações
clínicas. In: BARATIERI, Luiz Narciso et al. Odontologia Restauradora –
Fundamentos e Possibilidades. São Paulo: Quintessence, 2003.
58
WILKINS, J.C,;HOMER, K. A.; BEIGHTON, D. Analysis of Streptococcus mutans
Proteins Modulated by Culture under Acidic Conditions. Applied and environmental
microbiology. London, United Kingdom, Vol. 68, No. 5, May 2002, p. 2382–2390.
WILSON, M. Lethal photosensitization of oral bacteria and its potential application in
the photodynamic therapy or oral infections. Photochem. Photobiol, v. 3, p. 412-8,
2004.
ZOLETTI, G.O; SIQUEIRA JR, J.F.; SANTOS, K.R. Identification of Enterococcus
faecalis in Root-filled Teeth with or Without Periradicular lesions by culture-dependent
and independent appraches. J Endod, v. 32, n.8, p. 722-6, 2006.
Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
Milhares de Livros para Download:
Baixar livros de Administração
Baixar livros de Agronomia
Baixar livros de Arquitetura
Baixar livros de Artes
Baixar livros de Astronomia
Baixar livros de Biologia Geral
Baixar livros de Ciência da Computação
Baixar livros de Ciência da Informação
Baixar livros de Ciência Política
Baixar livros de Ciências da Saúde
Baixar livros de Comunicação
Baixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNE
Baixar livros de Defesa civil
Baixar livros de Direito
Baixar livros de Direitos humanos
Baixar livros de Economia
Baixar livros de Economia Doméstica
Baixar livros de Educação
Baixar livros de Educação - Trânsito
Baixar livros de Educação Física
Baixar livros de Engenharia Aeroespacial
Baixar livros de Farmácia
Baixar livros de Filosofia
Baixar livros de Física
Baixar livros de Geociências
Baixar livros de Geografia
Baixar livros de História
Baixar livros de Línguas
Baixar livros de Literatura
Baixar livros de Literatura de Cordel
Baixar livros de Literatura Infantil
Baixar livros de Matemática
Baixar livros de Medicina
Baixar livros de Medicina Veterinária
Baixar livros de Meio Ambiente
Baixar livros de Meteorologia
Baixar Monografias e TCC
Baixar livros Multidisciplinar
Baixar livros de Música
Baixar livros de Psicologia
Baixar livros de Química
Baixar livros de Saúde Coletiva
Baixar livros de Serviço Social
Baixar livros de Sociologia
Baixar livros de Teologia
Baixar livros de Trabalho
Baixar livros de Turismo
