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PONTIFÍCIA UNIVERSIDADE CATÓLICA DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE BIOCIÊNCIAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOLOGIA CELULAR E MOLECULAR
Clonagem, expressão, purificação e caracterização da
enzima citidina monofosfato quinase de Mycobacterium
tuberculosis.
Mestranda: Caroline Thum
Orientadores: Luiz Augusto Basso
Diógenes Santiago Santos
Caroline Thum
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Milhares de livros grátis para download.
Clonagem, expressão, purificação e caracterização da
enzima citidina monofosfato quinase de Mycobacterium
tuberculosis
.
Orientadores: Luiz Augusto Basso
Diógenes Santiago Santos
Porto Alegre
Outubro, 2008
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação
em Biologia Celular e Molecular da Faculdade de Biociências
na Pontifícia Universidade Católica do Rio do Sul como requisit
o
para obtenção do título de mestre em Biologia Celular e
Molecular.
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AGRADECIMENTOS
Agradeço aos professores orientadores Prof. Dr. Diógenes Santiago Santos e
Prof. Dr. Luiz Augusto Basso pela fundamental oportunidade, confiança depositada,
aprendizado e apoio durante todo trabalho.
Aos doutores Hermides Pinto Junior, Gaby Renard, Cláudia Paiva Nunes,
Eraldo Batista Júnior pela ajuda no desenvolvimento deste trabalho através de
compreensão, apoio, conhecimento e amizade.
A todos os colegas do laboratório que de alguma maneira me ajudaram a
executar este trabalho, seja no trabalho de bancada em uma ou outra troca de
diálise, pela companhia nas madrugadas de trabalho e até mesmo nos momentos de
descontração, hora fundamental de aliviar a tensão. O apoio de vocês foi
indispensável e nunca esquecerei disso.
Aos meus pais, Ernani e Carmen pelo apoio, incentivo e o colo nos momentos
difíceis durante todos esses anos e principalmente pelo exemplo pessoal a ser
seguido; e ao meu irmão Vini, por agüentar meus momentos de mal humor.
Aos meus amigos por entenderem os momentos de estresse. E ao meu noivo
Rafael, por entender meus finais de semana e madrugadas no laboratório. Por me
apoiar sempre, principalmente nos momentos de crise sabendo dizer exatamente
aquilo que eu precisava escutar.
A todos o meu sincero agradecimento e afeto.
SUMÁRIO
AGRADECIMENTOS i
LISTA DE ABREVIATURAS iv
RESUMO v
ABSTRACT vi
1. INTRODUÇÃO 1
1.1 Tuberculose: Conceito e transmissão 1
1.2 Tuberculose: Um pouco da história 2
1.3 Dados e estimativas 3
1.4 Co-infecção com HIV e as Cepas Resistentes 4
2.NUCLEOTÍDEOS 7
2.1 Síntese de Nucleotídeos 7
2.1.1 Síntese de pirimidinas 8
2.2 Nucleosídeos monofosfato quinases 12
2.2.1 Citidina Monofosfato Quinase 13
3.OBJETIVOS 17
3.1 Objetivo Geral e Justificativa 17
3.2 Objetivos Específicos 17
4. MANUSCRITO DO TRABALHO EXPERIMENTAL 18
Abbreviations List 20
Abstract 20
Introduction 21
Material and Methods 24
Results and Discussion 28
Acknowledgments 35
References 36
Figure Legends 42
Figures 45
Table1 51
5. CONSIDERACOES FINAIS 52
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 57
7. ANEXOS 59
ANEXO I 59
ANEXO II 62
LISTA DE ABREVIATURAS
− A.C. – antes de Cristo
− BSA – do inglês bovine serum albumin (albumina de soro bovino)
− CMK- citidina monofosfato quinase
− CMP – citidina monofosfato
− CDP- citidina difosfato
− CTP- citidina trifosfato
− DCMP - deoxicitidina monofosfato
− HIV – do inglês Human Immunodeficiency Virus (vírus da imunodeficiência
humana)
− INH – isoniazida
− MDR-TB – do inglês Multidrug-resistant TB (tuberculose resistente a múltiplas
drogas)
− NADH – nicotinamida adenina dinucleotídeo
− NMP- nucleosídeos monofosfatos
− OMS – Organização Mundial da Saúde
− ORF – do inglês open reading frame (fase de leitura aberta)
− PRPP- 5- fosforribosil-1-pirofosfato
− RIF - rifampicina
− TB – tuberculose
− UMP- uridina monofosfato
− XDR-TB – do inglês Extensively Drug-Resistant Tuberculosis (tuberculose
extensivamente resistente às drogas)
RESUMO
A tuberculose (TB), doença infecto contagiosa, causada pelo Mycobacterium
tuberculosis, é a maior causa de morte por agente infeccioso do mundo. O aumento
da incidência de cepas multi-resistentes (MDR-TB) e extensivamente resistentes
(XDR-TB) tem contribuído para o aumento do número de mortes. Por este motivo, há
a necessidade de estudos para identificarmos, no metabolismo da micobactéria,
possíveis alvos para o desenvolvimento de drogas capazes de combater estas
novas cepas. Em bactérias, as rotas de interconversão de nucleotídeos pirimidínicos
são importantes em inúmeros processos essenciais, incluindo a biosíntese de DNA,
RNA e fosfolipídios. O gene (cmk, Rv1712) que codifica a enzima citidina
monofosfato quinase (CMK) foi descrito, por homologia de seqüência, no genoma de
M. tuberculosis. Neste trabalho o gene cmk foi amplificado por PCR e clonado em
vetor de expressão. A proteína CMK foi expressa em grande escala e purificada. O
produto homogêneo desta purificação sofreu seqüenciamento N-terminal e
espectrometria de massa. Os resultados da cinética em estado estacionário
mostraram que o gene cmk de M. tuberculosis codifica a proteína monomérica CMK,
que fosforila preferencialmente CMP e dCMP, e que UMP é um substrato pobre.
Estes resultados reforçam a presença de uma nucleotídeo monofosfato quinase
específica para UMP em M. tuberculosis. Os parâmetros cinéticos fornecidos pelo
ensaio e análise dos gráficos de duplo-recíproco mostraram que a enzima forma um
complexo ternário e que seu mecanismo é seqüencial. Um possível papel para a
enzima CMK é discutido.
ABSTRACT
Tuberculosis (TB), caused by Mycobacterium tuberculosis, remains the leading
cause of mortality due to a bacterial pathogen. The proliferation rate of multidrug-
and extensively drug-resistant strains of M. tuberculosis is increasing worldwide.
There is a continuous requirement for studies on mycobacterial metabolism to
identify promising targets for the development of new anti-TB agents. In bacteria,
pyrimidine nucleotide interconversion pathways are important in a number of
essential processes, including DNA, RNA, and phospholipid biosynthesis. The gene
(cmk, Rv1712) encoding cytidine monophosphate kinase (CMK) enzyme has been
proposed by sequence homology to be present in the genome of M. tuberculosis.
Here we describe PCR amplification and cloning of cmk gene, expression and
purification of its product to homogeneity, and N-terminal sequencing and mass
spectrometry analyses of the recombinant protein. Results of steady-state kinetics
showed that M. tuberculosis cmk gene encodes a monomeric CMK that
phosphorylates preferentially CMP and dCMP, and that UMP is a poor substrate.
These results reinforce the presence of a nucleoside monosphosphate kinase
specific for UMP in M. tuberculosis. Double-reciprocal plots of steady-state kinetic
results were consistent with ternary complex formation and sequential mechanism for
M. tuberculosis CMK reaction. A plausible role for CMK in M. tuberculosis is
discussed.
1. INTRODUÇÃO
1.1 Tuberculose: Conceito e transmissão
Tuberculose (TB) é uma doença infecciosa comum e mortal causada por
micobactéria, principalmente por Mycobacterium tuberculosis. A tuberculose, mais
comumente, ataca os pulmões, mas também pode afetar a pleura, o sistema
nervoso central, o sistema linfático, o sistema circulatório, o sistema urogenital,
ossos, articulações e até mesmo a pele. Outras micobactérias tais como
Mycobacterium bovis, Mycobacterium africanum, Mycobacterium canetti, and
Mycobacterium microti podem, também, causar tuberculose, mas estas espécies não
infectam, normalmente, adultos saudáveis [1].
Apesar de também atingir vários órgãos do corpo, a doença só é transmitida
por quem estiver infectado com o bacilo nos pulmões (85% dos casos)[2]. A
disseminação acontece pelo ar. Quando uma pessoa contaminada espirra, tosse ou
fala, expele partículas infecciosas de 0,5 a 5 µm de diâmetro. Um simples espirro
pode expelir cerca de 40.000 gotículas [3]. Cada uma destas gotículas pode
transmitir a doença, à medida que a dose infecciosa do bacilo é extremamente
baixa, a inalação de apenas uma bactéria pode causar uma nova infecção. Os
bacilos da tuberculose jogados no ar permanecem em suspensão durante horas, o
que aumenta ainda mais as chances de contaminação [4].
A transmissão ocorre somente através de pessoas que possuem a forma
ativa, não latente, de TB. A probabilidade da transmissão de uma pessoa para outra
depende do número de partículas infecciosas expelidas pelo portador, a duração da
exposição e a virulência da cepa de M. tuberculosis [4]. A tuberculose pode ser
transmitida, ainda da mãe para o feto, antes ou durante o nascimento, ao respirar ou
engolir o líquido amniótico infectado. Nos países em desenvolvimento, as crianças
podem ser infectadas, também, por Mycobacterium bovis, que pode estar presente
no leite não pasteurizado. A cadeia de transmissão pode, todavia ser quebrada
isolando pacientes com a doença ativa e iniciando uma terapia efetiva contra a TB
[5].
1.2 Tuberculose: Um pouco da história
A tuberculose é um problema antigo para civilização humana. Presume-se
que o gênero Mycobacterium originou-se há mais de 150 milhões e que o progenitor
de Mycobacterium tuberculosis tenha sido contemporâneo e co-evoluído com os
primeiros hominídeos do leste da África há 3 milhões de anos atrás [2]. Já os
representantes modernos de M. tuberculosis parecem ter se originado de um
progenitor comum entre 15.000 a 30.000 anos atrás. Historiadores estabeleceram a
existência da Tuberculose (TB) endêmica no Egito, na Índia e na China a partir de
múmias datando de 5.000, 3.300 e 3.300 anos A.C. respectivamente [2]. A epidemia
de TB na Europa teve seu início por volta do século 17, devido à alta densidade
populacional e às baixas condições sanitárias. Estima-se que em 1650, 20% da
população tenha morrido por causa da doença. Já no século 19, o M. tuberculosis
parece ter sido responsável pela morte de 1/3 da população em Paris. Com o início
das grandes navegações e com a colonização das Américas e da África sub-
Saariana pelos europeus, a doença foi transmitida a populações africanas
espalhando-se mundialmente [2, 6].
Com o surgimento dos antibióticos estreptomicina (década de 1940),
isoniazida (década de 1950), etambutol (década de 1960), e rifampicina (década de
1970), a batalha contra a tuberculose parecia ter sido finalmente ganha. Mas, nos
meados da década de 1980, o número de casos nos Estados Unidos começou a
aumentar novamente. O advento da AIDS, combinada com a superpopulação e com
as más condições de saneamento em muitas áreas urbanas, fez com que a
tuberculose voltasse a ser um grave problema de saúde pública [5]. Assim, há uma
década, mais precisamente em 1993, a Organização Mundial da Saúde (OMS)
declarou a tuberculose em estado de emergência no mundo, sendo ainda hoje a
maior causa de morte por doença infecciosa em adultos [5].
1.3 Dados e estimativas
Segundo estimativas da OMS, dois bilhões de pessoas, correspondendo a um
terço da população mundial, estão infectados por Mycobacterium tuberculosis.
Destes, 8 milhões desenvolverão a doença e 2 milhões morrerão a cada ano [5].
O Brasil ocupa o 15º lugar entre os 22 países responsáveis por 80% do total
de casos de tuberculose no mundo (Fig.1). Estima-se uma prevalência de 50
milhões de infectados com cerca de 111.000 casos novos e 6.000 óbitos ocorrendo
anualmente [7]. Segundo dados do Sistema de Informação de Agravos de
Notificação (Sinan/MS), são notificados anualmente 85 mil casos novos
(correspondendo a um coeficiente de incidência de 47/100.000 habitantes) no Brasil.
Figura 1 - Casos notificados de TB a cada 100 000 habitantes no ano de 2006.
Fonte: WHO: Report WHO/HTM/TB/2008.393, (2008). Página da organização
Mundial da Saúde. Disponível em: http://www.who.int/healthtopics/tb.htm. Acesso
em: setembro de 2008.
As metas internacionais estabelecidas pela OMS e pactuadas pelo governo
brasileiro são de diagnosticar 70% dos casos de tuberculose estimados e curá-los
em 85%. A tuberculose ainda é um sério problema da saúde pública, com profundas
raízes sociais. Está intimamente ligada à pobreza e à má distribuição de renda, além
da não adesão dos portadores e/ou familiares/contactantes do tratamento adequado
a doença [7].
1.4 Co-infecção com HIV e as Cepas Resistentes
Em alguns países, inclusive no Brasil, o aumento dramático do número de
casos da doença deveu-se à disseminação da AIDS. A infecção pelo HIV é
atualmente reconhecida como o maior fator de risco já identificado para a ativação
da TB do seu estado latente para a TB clinicamente ativa. Estima-se que
aproximadamente 1/3 da população mundial possua TB na sua forma latente, pois a
doença é contida pelo sistema imune. Assim aproximadamente 12% das mortes por
TB são atribuídas à co-infecção pelo HIV [8,9]. Vinculado a esse fenômeno, o
surgimento de linhagens de bactérias resistentes aos medicamentos ameaça
transformar a tuberculose num flagelo semelhante ao que varreu o mundo antes da
descoberta dos antibióticos [8].
O tratamento de pacientes infectados por cepas resistentes a dois ou mais
antibióticos passou a exigir a combinação de drogas menos potentes e mais tóxicas
por um período prolongado (até dois anos) e, em alguns casos, a remoção cirúrgica
da porção doente do pulmão [10]. Isso faz com que muitos pacientes abandonem o
tratamento – no Brasil, 9,4% desistem precocemente, gerando bacilos resistentes às
drogas [7]. Em um estudo realizado no ano 1991, em Nova York, 89% dos 224
pacientes estudados não completaram o tempo de terapia e um quarto retornou aos
hospitais dentro de um ano, ainda sofrendo de tuberculose [2]. As cepas resistentes
a drogas passaram a ser a maior preocupação dos programas de controle de TB à
medida que não há cura para algumas cepas multiresistentes (MDR-TB) de M.
tuberculosis. Há uma preocupação que estas cepas se espalhem pelo mundo,
evidenciando a necessidade de novas medidas de controle, tais como, novos
métodos de diagnóstico, melhores drogas para o tratamento e vacinas mais efetivas
[5]. Pacientes portadores da cepa MDR-TB, definida como resistente a pelo menos
rifampicina (RIF) e Isoniazida (INH), necessitam de um tratamento alternativo
envolvendo drogas de segunda-linha que são mais caras, mais tóxicas e menos
eficientes. De acordo com o relatório de 2006 da OMS, baseado em uma
combinação de levantamentos clínicos e estimativas, aproximadamente 460.000
(17%) dos novos casos globais de TB em 2004 são resistentes a múltiplas drogas
(MDR-TB) [11].
Além disso, em 2004, cepas extensivamente resistentes a drogas (XDR)
foram introduzidas com larga distribuição mundial [10]. A Organização Mundial de
Saúde definiu a XDR-TB como sendo além de uma cepa MDR-TB, também
resistente a qualquer fluoroquinolona, e a pelo menos um das três drogas injetáveis
usadas no tratamento contra TB: capreomicina, kanamicina e amikacina. Nos
Estados Unidos, República da Coréia e Látvia, estudos populacionais demonstram
que 4%, 15% e 19%, respectivamente, dos casos de MDR-TB são adicionalmente
XDR-TB [10]. Mais recentemente, identificou-se uma cepa XDR-TB na província de
KwaZulu-Natal, na África do Sul, altamente mortífera, sendo que de 544 pacientes
estudados na área em 2005, 221 apresentavam MDR-TB. Destes 221 pacientes, 53
foram diagnosticados como XDR-TB, sendo que o tempo médio de sobrevivência
destes pacientes com XDR-TB, a partir da coleta de amostras para exames, foi de
16 dias para 52 dos 53 pacientes, incluindo 6 trabalhadores de saúde [12]. Os
principais fatores que influenciam a emergência de cepas resistentes são regimes de
tratamento inapropriados ou falha dos pacientes em cumprir o tratamento,
particularmente quando os sintomas da doença desaparecem logo após o começo
da ação das drogas, ou quando os efeitos colaterais tornam-se insuportáveis
(náuseas, vômitos, icterícia, etc.). Por este motivo, há a necessidade imediata do
desenvolvimento de novas drogas que sejam mais eficientes, menos tóxicas, que
permitam a diminuição do tempo de terapia e do período de transmissibilidade da
doença [10].
2. NUCLEOTÍDEOS
2.1 Síntese de Nucleotídeos
Os Nucleotídeos ou nucleótidos são compostos ricos em energia e que
auxiliam os processos metabólicos, principalmente nas biossínteses, da maioria das
células. Funcionam ainda como sinais químicos, respondendo assim a hormônios e
outros estímulos extracelulares; eles são também componentes estruturais de
cofactores enzimáticos, intermediários metabólicos e parte dos ácidos nucléicos.
Os nucleotídeos contêm resíduos de ácido fosfórico, de um açúcar (em geral
uma pentose: ribose ou 2'-desoxiribose e de uma base púrica ou pirimídica). Tanto
as bases púricas quanto as pirimídicas possuem anéis heterocíclicos contendo
átomos de nitrogênio e carbono. As bases púricas podem ser entendidas como
constituídas por um anel pirimidina (anel com 6 átomos: 4C,2N) ligado a um anel
imidazol (anel com 5 átomos: 3C,2N). São bases púricas a adenina (6-aminopurina),
a guanina (2-amino-6-oxipurina), a hipoxantina (6-oxipurina) e a xantina (2,6-
dioxipurina). São bases pirimídicas a citosina (2-oxi-4 aminopirimidina), o uracilo
(2,4-dioxipirimidina), a timina (2,4-dioxi-5-metilpirimidina) e o ácido orótico (2,4-dioxi-
6-carboxipirimidina)[13].
Por hidrólise dos nucleotídeos (saída dos resíduos fosfato) geram-se
nucleosídeos púricos (adenosina, guanosina, inosina, xantosina) ou pirimídicos
(citidina, uridina, timidina e orotidina) que contém uma base e uma ose ligados por
uma ligação glicosídica de tipo N. Os nucleosídeos monofosfatos (NMP) são os
nucleotídeos mais simples e designam-se de acordo com o nucleosídeo constituinte:
adenilato (AMP), guanilato (GMP), inosinato(IMP), xantinilato (XMP), citidilato (CMP),
uridilato (UMP), timidilato (TMP) e orotidilato (OMP). Se não se específica o
contrário, subentende-se que o fosfato está ligado (fosfoéster) no hidroxilo 5’ da
pentose [13].
Os nucleotídeos podem ser sintetizados de duas formas: pela síntese “de
novo” que começa com seus precursores metabólicos: aminoácidos, ribose-5-P, CO
2
e NH
3
; ou pelas ditas vias de recuperação (salvamento), que podem ser a
reconstrução a partir de bases, ou a fosforilação de nucleosídeos liberados na
quebra dos ácidos nucléicos. Vários precursores importantes são compartilhados
para pirimidinas e purinas, como o PRPP, sendo a estrutura da ribose mantida ou
retirada no nucleotídeo produzido. Em cada via um aminoácido é um importante
precursor: glicina no caso das purinas e aspartato no caso das pirimidinas. Para que
a quantidade de nucleotídeos seja suficiente para a síntese dos ácidos nucléicos, a
produção de nucleotídeos precisa continuar ocorrendo durante a síntese destes,
podendo inclusive ser um limitante da velocidade, já que a quantidade total de
nucleotídeos armazenados nas células é muito pequena [13].
2.1.1 Síntese de pirimidinas
A síntese de novo dos nucleosídeos pirimídicos (Fig. 2) envolve, como
primeiro passo, uma sintetase de carbamil-P citoplasmática (sintetase de carbamil-P
II) em que o doador de nitrogênio é a glutamina (CO2 + glutamina + 2 ATP →
carbamil-P + 2 ADP + Pi + glutamato). A segunda reação é catalisada pela
transcarbamilase do aspartato (carbamil-P + aspartato → carbamil-aspartato + Pi). O
carbamil-aspartato vai originar ácido orótico que é o intermediário pirimídico que
reagindo com o PRPP gera o primeiro nucleotídeo desta via metabólica: o orotidilato
(OMP); a reação é catalisada por uma transferase de fosforibosil (ácido orótico +
PRPP → OMP + PPi). O OMP por descarboxilação gera o UMP. Por ação catalítica
de uma quinase o UMP pode ser fosforilado a UDP que está na origem quer do CTP
quer do TMP. Os átomos N1, C4, C5 e C6 do anel pirimidina têm origem no
aspartato; o átomo N3 na glutamina e o átomo C2 no CO2 [12]. A equação soma
relativa à síntese do UDP pode escrever-se:
ribose-5-P + glutamina + CO
2
+ aspartato + 4 ATP + NAD
+
→
UDP + glutamato + PPi + AMP + 3 ADP + 2 Pi + NADH
O CTP forma-se por aminação do carbono 4 do UTP (transferência do grupo
amida da glutamina que sai como glutamato); o UTP forma-se por fosforilação do
UDP (ação da quinase de nucleosídeos difosfatos).
Tal como no caso dos nucleosídeos das purinas também os nucleosídeos das
pirimidinas podem ser “salvos” por ação de quinases (nucleosídeo + ATP → NMP +
ADP). Tal como nos casos da hipoxantina, guanina e adenina também o uracilo
pode ser “salvo” por ação de uma fosforibosil-transferase (uracilo + PRPP → UMP +
PPi) [14].
Figura 2 – Esquema da síntese de novo dos nucleosídeos pirimídicos [14].
As enzimas responsáveis pelo metabolismo de pirimidinas de M. tuberculosis
estão representadas esquematicamente na figura 3. Porém, as enzimas marcadas
em verde, como por exemplo, a enzima nucleosídeo monofosfato quinase não
tiveram, ainda a sua atuação comprovada no metabolismo das pirimidinas deste
organismo evidenciando a necessidade de estudos voltados para a síntese de
nucleotídeos desse organismo.
Figura 3 - Representação esquemática do metabolismo de pirimidinas do Mycobacterium
tuberculosis e as enzimas responsáveis pela catálise das reações [15].
2.2 Nucleosídeo monofosfato quinases
Nucleosídeo monofosfato quinases (NMP quinases) (E.C 2.7.4.4) pertencem
a uma família de enzimas essenciais no metabolismo celular, incluindo a biossíntese
e regeneração de ácidos nucléicos celulares. Eles também participam da ativação
de pró-drogas tais como AZT ou Aciclovir que são usados principalmente no
tratamento de câncer ou em infecções virais [16]. As NMP quinases atuam
especificamente nos nucleotídeos monofosfatos (NMPs) formados na rota “de novo”
ou de salvamento das purinas e pirimidinas, catalisando a transferência de um grupo
γ fosforil de um nucleosídeo trifosfatado para um NMP de acordo com o esquema:
Mg.ATP + NMP
Mg.ADP + NDP
As enzimas UMP/CMP quinases catalisam a transferência do grupo fosforil do
ATP para UMP ou CMP para formar ADP e UDP ou CDP. Todas as pirimidinas
celulares são derivadas do UMP, sendo a UMP quinase a enzima que catalisa o
primeiro passo no comprometimento do metabolismo das pirimidinas.
Embora as NMP quinases de diferentes espécies pareçam ser bem
conservadas em termos de seqüência e estrutura tridimensional, variações na sua
especificidade pelo substrato ou estrutura quaternária são freqüentemente
observadas. Em Eucariotos, por exemplo, a fosforilação de UMP e CMP é executada
por uma única enzima, já em procariotos, há distintas NMP Kinases para cada
nucleotídeo pirimidínico: CMP/dCMP, UMP e TMP [16]. Quanto à estrutura
quaternária as enzimas CMP quinases bacterianas são monômeros como a maioria
das NMP kinases, porém, as UMP kinases tem se apresentado como hexâmeros e
as enzimas TMPK de Saccharomyces cerevisiae e de Herpes simplex se
apresentaram como dímeros [17].
2.2.1 Citidina Monofosfato Quinase
As estruturas das proteínas CMP/UMP quinases foram determinadas, através
de cristalografia (formação de cristais de proteína), de vários organismos: CMP
quinase de E. coli (fig. 4) [18; 19]. UMP/CMP quinase de Dictiostelium discoideum
[20, 21], UMP quinase de E. coli [22], Saccharomyces cerevisiae [23, 24],
Streptococcus pneumoniae [25], Staphylococcus aureus [26] e Humano [27, 28].
As CMP quinases bacterianas (EC 2.7.4.14) conservam os três domínios que
Figura 4: Estrutura geral da CMK de E. coli em complexo com CDP. (a) Duas visões ortogonais da
molécula de proteína: hélices α em vermelho e numeradas; folhas β em verde. Na estrutura secundária
elementos do inserto entre Leu63-Gln 102 estão mostrados em azul (hélices α) e em laranja (folhasβ).
(b) Desenho mostrando o traçado dos Cα de CDP-CMK de E. coli. Cada 10 resíduos estão
representados por uma bola e cada 20 resíduos são numerados. O inserto Leu63-Gln102 é mostrado
em vermelho. (figura retirada de Briozzo et al, 1998).
As CMP quinases bacterianas (EC 2.7.4.14) conservam os três domínios que
são encontrados em UMP/CMP quinases eucarióticas (EC 2.7.4.14): Cinco folhas
beta paralelas centrais rodeadas por alfa hélices, definida como domínio CORE,
uma seqüência fingerprint de Gly-X-X-Gly-x-Gly-Lys (loop de ligação ao fosfato), e
uma alta concentração de aminoácidos de carga negativa na cavidade central, para
ligação ao substrato. O domínio CORE é usado como uma plataforma rígida onde ao
seu redor se localizam as alfa hélices pequenas do domínio LID, situado na porção
C-terminal, e o domínio de ligação NMP que se move por um mecanismo de ligação,
fechando-se sob a ligação de um doador de fosfato e um nucleotídeo aceptor
respectivamente [18].
NMP quinases possuem seqüências substancialmente similares, e as
enzimas desta família exibem uma estrutura tri-dimensional relacionada. Porém a
presença de inserções no domínio de ligação NMP, leva a uma diversidade
estrutural e a variação na especificidade pelo substrato nesta família de proteínas
[18].
A CMP quinase de E. coli, por exemplo, difere de outras NMP-quinases pela
presença de uma longa inserção de mais ou menos 40 resíduos no domínio de
ligação de NMP, entre α3 e α6 (fig. 4), e um domínio LID pequeno. O inserto destes
resíduos formam três folhas betas e duas alfa hélices, o que provoca rearranjos
conformacionais na ligação de CDP [18].
As NMP quinases tem sido classificadas dentro de duas famílias: as
pequenas NMP quinases com uma pequena região LID e as longas NMP quinases
com longas regiões LID que contém um inserto de 25 resíduos de aminoácidos.
Embora as CMP quinases de E. coli e Mycobacterium tuberculosis pertençam às
NMP quinases longas (com inserto de 40 resíduos), elas possuem uma pequena
região LID. Assim essas enzimas fazem parte de uma terceira família de NMP
quinases: longa seqüência com grande variedade de insertos. Essa família não está
só restrita a esses dois exemplos, pois o alinhamento de pelo menos 13 seqüências
publicadas de CMP quinases bacterianas contém um inserto bem conservado de 40
resíduos de aminoácidos [18].
A estrutura do cristal de CMP quinase de E. coli sozinho e em complexo com
o produto da reação CDP ou com vários NMPs (CMP, dCMP, AraCMP e ddCMP),
permitiu identificar os resíduos envolvidos no reconhecimento da nucleobase, da
pentose e dos grupos fosfatos [18, 19]. Assim, descobriu-se que os resíduos
envolvidos na interação com o fosfato de vários NMPs são a Arg41, Arg131, e
Arg181. Descobriu-se também a especificidade das interações da CMPK de E.coli
com CDP não é relacionada com o inserto no sítio de ligação NMP, mas sim devido
à interação de resíduos típicos da seqüência de CMP quinase que não pertencem
ao inserto. Estes resíduos estão localizados na α hélice 2 (Ser36), α6 (Arg110), na
conexão do loop β6 para β7 (Asp132), α8 (Arg188) e são fortemente conservados
entre as CMP quinases. A ligação do CDP, por sua vez, causa mudanças
conformacionais ao domínio NMP fechando as duas α hélices e movimentando a
folha β para longe do substrato [18, 19].
Alem disso, a análise da estrutura de CMP quinase de E. coli em complexo
com CMP ou dCMP mostrou que a discriminação entre CMP e UMP é executada
pela Ser36, Arg110 e Asp132, que forma pontes de hidrogênio com o grupo amino e
com o átomo N3 da citosina (fig. 45) [16]. Outros experimentos, estes de mutações
sítio dirigidas, confirmaram o papel da Ser101, Arg181 e Asp185 no reconhecimento
do açúcar pentose (fig. 4).
Mutantes de E. coli desprovidos de atividade de CMP quinase possuem um
nível de CTP comparáveis à cepa selvagem, devido à enzima CTP sintetase que
produz CTP através da aminação do UTP. Porém o pool de dCDP e a taxa de
replicação de DNA estão reduzidos nos mutantes pois a enzima ribonucleosídeo
difosfato redutase, que catalisa a formação do 2’-deoxiribonucleosídeo difosfato dos
seus correspondentes ribonucleotídeos, não podem ser inteiramente compensadas
na falta de CMK quinase de E.coli [18, 19]. Portanto a fosforilação de dCMP aparece
como o principal papel da CMK E.coli.
Porém, a condição letal dos mutantes isolados de Saccharomyces cerevisiae
para UMP/CMP quinase foi recentemente identificada indicando a necessidade
desta enzima para a sobrevivência do organismo e possivelmente de células de
mamíferos. Além disso, a enzima CMK já foi sugerida como sendo essencial para o
crescimento de duas bactérias Gram-positivas: Bacillus subtilis e Streptococcus
pneumoniae [25, 26]. Sabendo-se que as CMKs bacterianas diferem de outras NMP
quinases por possuírem um inserto de 40 resíduos no domínio de ligação das NMPs
e um domínio LID pequeno, essas diferenças poderiam ser exploradas no
desenvolvimento de novas drogas antibacterianas mais seguras.
CMK de Mycobacterium tuberculosis exibe uma significante similaridade de
seqüência com outras NMP quinases bacterianas, inclusive nos resíduos envolvidos
na ligação do substrato e na catálise. A enzima possui 230 resíduos de aminoácidos
e pertence à classe das NMP quinases longas, que incluem CMK e AMPK de E. coli
(227 e 214 resíduos respectivamente), ao contrário das NMP quinases pequenas
entre as quais se encontram a UMPK de Saccharomyces cerevisiae (204 resíduos) e
AMPK quinase suína (194 resíduos) [18].
3 OBJETIVOS
3.1 Objetivo Geral e Justificativa
Este trabalho faz parte de um projeto maior de caracterização das rotas
metabólicas das purinas e pirimidinas de Mycobacterium tuberculosis. Algumas
enzimas destas rotas já foram mostradas como essenciais em organismos
procariotos, inclusive em Mycobacterium tuberculosis. Na busca de novos alvos para
drogas anti-tuberculose buscou-se caracterizar, neste trabalho, uma das enzimas do
metabolismo das pirimidinas, a enzima citidina monofosfato quinase (CMK).
No presente trabalho tivemos como objetivo a produção heteróloga da enzima
CMK em E. coli, garantindo assim quantidades necessárias da enzima para ensaios
que ajudem a elucidar seu papel no metabolismo do M. tuberculosis.
3.2 Objetivos Específicos
Clonagem do gene que codifica a enzima citidina monofosfato quinase de
Mycobacterium tuberculosis em vetor de clonagem pCR-Blunt (Invitrogen) para
posterior subclonagem em vetor de expressão pET-23a(+) (Invitrogen).
Superexpressão da enzima em diferentes cepas de Escherichia coli a fim de obtê-la
na sua forma solúvel.
Otimização do processo de purificação da enzima CMK por cromatografia líquida de
rápida performance FPLC testando várias colunas para estabelecer um protocolo de
purificação e obter a proteína altamente pura;
Seqüenciamento dos aminoácidos da porção N-terminal da proteína purificada;
Análise da identidade por espectrometria de massas;
Testes da atividade enzimática utilizando ensaio com enzimas acopladas em
espectrofotômetro em UV-visível.
4. MANUSCRITO DO TRABALHO EXPERIMENTAL
Title of the article:
The Rv1712 locus from Mycobacterium tuberculosis H37Rv codes for a functional cytidine
monophosphate kinase that preferentially phosphorylates (d)CMP
Periodic chosen for submission:
Journal of Bacteriology
The Rv1712 locus from Mycobacterium tuberculosis H37Rv codes for a
functional cytidine monophosphate kinase that preferentially
phosphorylates (d)CMP
Caroline Thum
a,b
, Cristopher Z. Schneider
a
, Mario S. Palma
c
, Diógenes S. Santos
a
*, Luiz A.
Basso
a
*
a
Centro de Pesquisas em Biologia Molecular e Funcional, Instituto de Pesquisas Biomédicas,
Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul, Av. Ipiranga 6681, Porto Alegre, RS
90619-900, Brazil
b
Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e Molecular, Pontifícia Universidade
Católica do Rio Grande do Sul, Av. Ipiranga 6681, Porto Alegre, RS 90619-900, Brazil
c
Laboratório de Biologia Estrutural e Zooquímica, Centro de Estudos de Insetos Sociais,
Departamento de Biologia, Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista - Rio
Claro, SP 13506-900, Brazil
Keywords: nucleotide biosynthesis, pyrimidine metabolism, cytidine monophosphate kinase,
Mycobacterium tuberculosis, mycobacteria
Running title: CMP kinase from Mycobacterium tuberculosis
*Corresponding authors: Luiz A. Basso or Diógenes S. Santos
Av. Ipiranga 6681 – Tecnopuc – Prédio 92A, ZIP CODE 90619-900, Porto Alegre, RS,
Brazil. Phone/Fax: +55 51 33203629; E-mail addresses:
Abbreviations List
CMK, cytidine monophosphate kinase; dCMP, deoxycytidine monophosphate; DMSO,
dimethyl sulfoxide; ESI-MS, Electrospray Ionization Mass Spectrometry; IPTG, isopropyl β-
D
-thiogalactopyranoside; MDR-TB, multidrug-resistant tuberculosis; MtCMK, cytidine
monophosphate kinase from Mycobacterium tuberculosis; NMP, nucleoside monophosphate;
NMP kinases, nucleoside monophosphate kinases; SDS-PAGE, sodium dodecyl sulfate-
polyacrylamide gel electrophoresis; TB, tuberculosis; UMP kinase, uridine monophosphate
kinase; XDR-TB, extensively drug-resistant tuberculosis.
ABSTRACT
Tuberculosis (TB), caused by Mycobacterium tuberculosis, remains the leading cause of
mortality due to a bacterial pathogen. The proliferation rate of multidrug- and extensively
drug-resistant strains of M. tuberculosis is increasing worldwide. There is a continuous
requirement for studies on mycobacterial metabolism to identify promising targets for the
development of new anti-TB agents. In bacteria, pyrimidine nucleotide interconversion
pathways are important in a number of essential processes, including DNA, RNA, and
phospholipid biosynthesis. The gene (cmk, Rv1712) encoding cytidine monophosphate kinase
(CMK) enzyme has been proposed by sequence homology to be present in the genome of M.
tuberculosis. Here we describe PCR amplification and cloning of cmk gene, expression and
purification of its product to homogeneity, and N-terminal sequencing and mass spectrometry
analyses of the recombinant protein. Results of steady-state kinetics showed that M.
tuberculosis cmk gene encodes a monomeric CMK that phosphorylates preferentially CMP
and dCMP, and that UMP is a poor substrate. These results reinforce the presence of a
nucleoside monosphosphate kinase specific for UMP in M. tuberculosis. Double-reciprocal
plots of steady-state kinetic results were consistent with ternary complex formation and
sequential mechanism for M. tuberculosis CMK reaction. A plausible role for CMK in M.
tuberculosis is discussed.
INTRODUCTION
Tuberculosis (TB) is one of the major causes of morbidity and mortality worldwide,
especially in poor and developing countries. The World Health Organization estimated that in
2006 occurred 9.2 million new cases of TB with 1.7 million deaths, and that there were 0.5
million cases of multi-drug resistant TB (MDR-TB), which is defined as strains resistant to at
least isoniazid and rifampicin, the most potent drugs (45). The Centers of Disease Control and
Prevention of USA has reported the emergence of extensively drug-resistant (XDR) TB cases,
defined as cases in persons with TB whose isolates are MDR-TB as well as resistant to any
one of the fluoroquinolone drugs and to at least one of the three injectable second-line drugs,
Amikacin, Kanamhycin or Capreomycin (10, 11). XDR-TB is widespread raising the prospect
of virtually incurable TB worldwide (15). The factors that most influence the emergence of
drug-resistant strains include inappropriate treatment regimens, and patient noncompliance in
completing the prescribed courses of therapy due to the lengthy standard “short-course”
treatment or when the side effects become unbearable (16). M. tuberculosis has been
considered the world’s most successful pathogen and this is largely due to the ability of the
bacillum to persist in host tissues, where drugs that are rapidly bactericidal in vitro require
prolonged administration to achieve comparable in vivo effects (20). Hence, more effective
and less toxic anti-tubercular agents are needed to shorten the duration of current treatment,
improve the treatment of MDR- and XDR-TB, and to provide effective treatment of latent
tuberculosis infection.
The genomic revolution has been the main driver of the target-based approach to drug
development. The rational design for drug development includes structural and functional
efforts. Enzyme inhibitors make up roughly 25 % of the drugs marketed in the United States
(34). Enzymes catalyze multistep chemical reactions and achieve phenomenal rate
accelerations by matching protein and substrate chemical groups in the transition state.
Inhibitors that take advantage of these chemical interactions are among the most potent and
effective drugs known (35). Accordingly, mechanistic analysis should always be a top priority
for new enzyme-targeted drug programs to allow function-based design of potent inhibitors.
The first step to enzyme target validation must include experimental data demonstrating that a
gene predicted by in silico analysis encodes a particular protein and catalyzes the proposed
chemical reaction.
Nucleoside monophosphate kinases (NMP kinases) are key enzymes in the
metabolism of ribo- and deoxyribonucleoside triphosphates, and catalyze the reversible
phosphoryl transfer from a nucleoside triphosphate (usually ATP) to a specific nucleoside
monophosphate (46). The resulting nucleoside diphosphates will be further phosphorylated
(and eventually reduced) to produce nucleoside triphosphates, precursors of the major
biological molecules DNA, RNA, and phospholipids (Fig. 1). The presence of a cmk-encoded
(Rv1712) Cytidine Monophosphate Kinase (CMK) has been predicted by sequence homology
to be present in the genome of M. tuberculosis (14). CMK, which is a member of NMP kinase
family, has been shown to be essential for the growth of two Gram-positive bacteria: Bacillus
subtilis (40) and Streptococcus pneumoniae (47). In addition, it has been proposed that CMK
is essential for in vitro growth of M. tuberculosis based on transposon site hybridization
studies (36). However, to the best of our knowledge, there has been no report showing that
cmk gene indeed encodes a protein having CMK activity in M. tuberculosis.
Here we describe PCR amplification, cloning and sequencing of M. tuberculosis
Rv1712 (cmk) sequence. We also report heterologous recombinant protein expression,
purification to homogeneity, N-terminal amino acid sequencing, electrospray ionization mass
spectrometry analysis, and size exclusion chromatography of functional cmk-encoded M.
tuberculosis CMK (MtCMK). Results of steady-state kinetics showed that MtCMK
phosphorylates preferentially CMP and dCMP, and that UMP is a poor substrate, which is
consistent with the presence of an NMP specific for UMP in M. tuberculosis. Double-
reciprocal plots were consistent with ternary complex formation and sequential mechanism
for MtCMK reaction. A discussion of the probable role of CMK in M. tuberculosis is also
discussed. The availability of MtCMK protein in large quantities will allow further functional
studies and structural efforts to be undertaken in order to provide a framework on which to
base the design of chemical compounds that inhibit the enzyme activity.
MATERIALS AND METHODS
Bacterial strains, media, and growth conditions. Escherichia coli DH10B and BL21(DE3)
(Novagen) strains were grown at 37°C in Luria-Bertani (LB; Difco) medium containing 50 µg
mL
-1
ampicillin.
Amplification, cloning, and expression of M. tuberculosis cmk gene. Two oligonucleotides,
CMK1 (5’-GGCATATGAGTCGCCTAAGCGCAGCGGTAGT-3’) and CMK2 (5’-
GTGGATCCTCACCGCACTGCCTCACTTCGC-3’), complementary to the amino-terminal
coding and the carboxy-terminal non-coding strands of the putative M. tuberculosis cmk
(Rv1712) gene (14) were synthesized to contain, respectively, NdeI and BamHI restriction
sites (underlined). These primers were used to PCR amplify the cmk gene from M.
tuberculosis H37Rv genomic DNA. The PCR product (693 bp) was purified by gel
electrophoresis, cleaved with NdeI and BamHI (New England), and ligated into the pET-
23a(+) expression vector (Novagen). The sequence of the M. tuberculosis cmk gene was
determined to confirm the identity, integrity, and absence of PCR-introduced mutations in the
cloned gene. The recombinant pET-23a(+)::cmk plasmid was introduced into E. coli
BL21(DE3) (Novagen) electrocompetent cells and selected on LB agar plates containing 50
µg mL
-1
ampicillin. The protocol for recombinant protein expression described here is the best
one chosen from a number of tests carried out at different experimental conditions. LB
medium (3 liters) containing 50 µg mL
-1
ampicillin was inoculated with a single colony, and
grown for 9 h at 180 rpm and 37 °C without isopropyl-β-D-thiogalactopyranoside (IPTG)
induction. Cells were harvested by centrifugation at 4,000 × g for 30 min at 4ºC and were
stored at -20ºC. Soluble and insoluble fractions were analyzed by 12% sodium dodecyl
sulfate-polyacrylamide gel electroforesis (SDS-PAGE) (23).
Purification of recombinant M. tuberculosis CMK (MtCMK). Approximately 10 g of cells
were resuspended in 60 mL of 50 mM Tris HCl buffer, pH 7.5 (buffer A), containing 0.2 mg
mL
-1
lysozyme. Cells were disrupted by sonication and debris removed by centrifugation at
48,000 × g for 30 min. The supernatant was incubated with 1% (wt/vol) streptomycin sulfate
and centrifuged at 48,000 × g for 30 min. The resulting supernatant was dialyzed against
buffer A, and loaded on a Q-Sepharose Fast Flow column (GE Healthcare) preequilibrated
with buffer A, and the absorbed material eluted with a linear gradient from 0 to 1 M NaCl.
The fractions containing MtCMK were pooled and concentrated to 8 mL using an Amicon
ultrafiltration cell (molecular weight cutoff 10,000). The sample was loaded on a Sephacryl
S200 HR column (GE Healthcare) and eluted with buffer A. Fractions containing MtCMK
were pooled and loaded on a Mono Q HR 10/10 (GE Healthcare) column and eluted with a
linear gradient 0-0.5 M NaCl. The homogeneous recombinant protein was stored at -80ºC.
Protein expression and all purification steps were analyzed by SDS-PAGE, and protein
concentrations were determined by the method of Bradford (3) using the Bio-Rad
Laboratories protein assay kit.
N-terminal amino acid sequencing. The N-terminal amino acid residues of homogeneous
recombinant MtCMK were identified by automated Edman degradation sequencing using a
PPSQ 21A gas-phase sequencer (Shimadzu).
Mass spectrometry analysis. The subunit molecular mass was assessed by electron-spray
ionization mass spectrometry (ESI-MS), employing some adaptations made to the system
described by Chassaigne and Lobinski (12). Samples were analyzed on a triple quadrupole
mass spectrometer (model QUATTRO II) equipped with a standard ESI probe (Micromass,
Altrincham, United Kingdom) and adjusted to a flow rate of ca. 250 µl min
-1
. The source
temperature (80°C) and needle voltage (3.6 kV) were maintained constant throughout
experimental data collection, applying a drying gas (nitrogen) flow of 200 liters h
-1
and a
nebulizer gas flow of 20 liters h
-1
. The mass spectrometer was calibrated with intact horse
heart myoglobin and its typical cone voltage-induced fragments. The ESI-MS molecular mass
of the MtCMK subunit was determined by adjusting the mass spectrometer to give a peak
with a half-height of 1 mass unit, and the cone sample to skimmer lens voltage controlling the
transfer of ions to the mass analyzer was set to 38 V. About 50 pmol sample was injected into
electrospray transport solvent. The ESI spectrum was obtained in the multichannel acquisition
mode, with scanning from 500 to 1,800 m/z at a scan time of 7 s. The mass spectrometer is
equipped with MassLynx and Transform software for data acquisition and spectrum handling.
Determination of native MtCMK molecular mass. The molecular mass of native MtCMK
was determined by gel filtration using Superdex S-200 (10 mm x 30 cm) column eluted with
buffer A containing 200 µM NaCl at 0.4 mL min
-1
. The protein elution was monitored at 280
nm. The protein molecular weight standards were from Low Molecular Weight and High
Molecular Weight Calibration kits (GE Healthcare).
MtCMK activity assay. MtCMK activity was assayed in the forward direction by coupling
the ADP product formation to the pyruvate kinase (PK; EC 2.7.1.40) and lactate
dehydrogenase (LDH; EC 1.1.1.27) reactions following the protocol described by others (2,
28). MtCMK-dependent oxidation of NADH was continuously monitored at 340 nm (ε = 6.22
X 10
3
M
-1
cm
-1
). All reactions were carried out at 25ºC and initiated with addition of MtCMK
enzyme. The assay mixture contained 100 mM Tris-HCl buffer, pH 7.5, 50mM KCl, 5mM
MgCl
2
, 1.6 mM MtCMK, 2.5 mM ATP, 1mM phosphoenolpyruvate (PEP), 0.1mM NADH, 3
U mL
-1
PK, and 2.5 U mL
-1
units of LDH. Initial steady-state rates were calculated from the
linear portion of the reaction curve relative to rates obtained likewise with extracts of E. coli
BL21 (DE3) cells harboring pET-23a(+) plasmid. PEP, ATP, NADH, LDH and PK were
purchased from Sigma. One unit of enzyme activity (U) is defined as the amount of enzyme
catalyzing the conversion of 1 µmol of substrate per minute at 25ºC.
Data analysis. Inicial velocity kinetic data were fitted to appropriate equations by using
nonlinear regression function of SigmaPlot 2000 (SPSS, Inc.). Substrate hyperbolic saturation
curves at a single concentration of the fixed substrate and varying concentrations of the other
substrate were fitted to Eq. [1]. Intersecting initial velocity patterns were fitted to Eq. [2],
which describes a sequential mechanism. For Eqs. [1] and [2], v is the measured reaction
velocity, V is the maximal velocity, A represents the concentrations of either CMP, UMP or
dCMP; and B represents ATP. K
a
and K
b
are the corresponding Michaelis-Menten constants,
and K
ia
is the dissociation constant for substrate A (13).
v = VA/(K
a
+ A) [1]
v = VAB/(K
a
B +
K
b
A + K
ia
K
b
+ AB) [2]
RESULTS AND DISCUSSION
Expression and biochemical characterization of MtCMK. A PCR amplification fragment
consistent with the size expected for cmk (693 bp) was detected on agarose gel (Fig. 2A),
which was confirmed by automatic sequencing. A number of experimental conditions were
tested for expression of recombinant MtCMK in soluble form in BL21(DE3) E. coli host
cells, and the best one was 9 hours of cell growth in the absence of IPTG induction (Fig. 2B).
SDS-PAGE analysis shows expression of a protein with subunit molecular weight in
agreement with the predicted for MtCMK (Fig. 2B), and densitometric measurements indicate
that MtCMK represents approximately 17% of total protein in the soluble cell extract. In the
pET system, target genes are positioned downstream of bacteriophage T7 late promoter.
Typically, production hosts contain a prophage (λDE3) encoding the highly processive T7
RNA polymerase under control of the IPTG-inducible lacUV5 promoter that would ensure
tight control of recombinant gene basal expression. In agreement with the results presented
here, high levels of protein expression in the absence of inducer have been shown to occur in
the pET system (26, 27, 30, 33, 39). It has been proposed that leaky protein expression is a
property of lac-controlled system when cells approach stationary phase in complex medium
and that cyclic AMP, acetate, and low pH are required to achieve high-level expression in the
absence of IPTG induction, which may be part of a general cellular response to nutrition
limitation (19).
MtCMPK was purified to homogeneity from crude extract (Fig. 2C) by a three-step
protocol: an anionic exchange column, a gel filtration column followed by a strong anionic
exchange resin, yielding 5 mg of recombinant protein per liter of cell culture. Homogeneous
recombinant protein was stored at -80ºC. Analytical gel filtration chromatography revealed a
single peak of approximately 24 kDa, indicating that MtCMPK is a monomer in solution.
N-terminal amino acid sequencing. The first 16 N-terminal amino acid residues of MtCMK
were identified to be RLSAAVVAIDGPAGTG by the Edman degradation method. This
result unambiguously identifies the homogeneous recombinant protein as MtCMK and
confirms removal of the N-terminal methionine. Modification at the N-termini is a common
type of co-/post-translational alteration of proteins synthesized in prokaryotic cells.
Methionine aminopeptidase-catalyzed cleavage of initiator methionine is usually directed by
the second amino acid residues with the smallest side chain radii of gyration (glycine, alanine,
serine, threonine, proline, valine, and cysteine) (25). The N-terminal methionine was removed
from the E. coli expressed MtCMK enzyme, consistent with the finding that some middle-
sized second amino acid residues (Asn, Asp, Leu, and Ile) undergo N-terminal processing
(21).
Mass spectrometry analysis. The electrospray ionization mass spectrometry (ESI-MS)
revealed just one peak at the expected mass for MtCMK subunit (23.93 kDa; data not shown),
which is in agreement with removal of the N-terminal methionine (predicted molecular mass:
24.06 kDa).
Cytidine monophosphate kinase activity assay. To confirm the correct assignment to the
structural gene encoding M. tuberculosis CMK, the biological activity of recombinant
MtCMK was probed by steady-state kinetics. The true steady-state kinetic constants (Table 1)
and substrate specificity were determined for CMP (Fig. 3), dCMP (Fig. 4), and UMP (Fig.
5). To distinguish between a sequential and a ping-pong mechanism, initial velocity patterns
were determined using either CMP, dCMP, UMP or ATP as the variable substrate. Analysis
of the double-reciprocal plots showed intersecting patterns for all substrates tested (Figs. 3, 4,
5), consistent with ternary complex formation and a sequential mechanism. Double reciprocal
plots intersect to the left of the y axis and thus rule out a rapid equilibrium ordered
mechanism. Similar intersecting initial velocity patterns have been reported for Escherichia
coli (7). The k
cat
/K
m
ratio is an apparent second-order rate constant that determines the
specificity for competing substrates (17). The results presented here demonstrate that MtCMK
preferentially phosphorylates CMP and dCMP, and that UMP is a poor substrate (Table 1).
We have recently reported a molecular model for MtCMK using E. coli CMK (PDB
access code: 1KDO) (8). The results of modeling predicted that E. coli CMK would have
higher affinity for CMP than MtCMK (8). In agreement with in silico prediction, the CMP K
m
value, which represents the overall dissociation constant of all enzyme-bound species (17), for
E. coli CMK (35 µM; 29) is smaller than that determined here for MtCMK (120 µM).
Probable role of CMK in M. tuberculosis. A promising target should be essential for
survival of a pathogen and absent from its host. Alternatively, a promising target may play an
important role in adaptation of the pathogen to a particular physiological state of the host.
There are two major pathways for pyrimidine nucleotide synthesis: de novo pathway and
salvage pathway. Since the de novo pyrimidine ribonucleotide synthesis requires higher
energy levels, cells use the salvage pathway to reutilize pyrimidine bases and nucleosides
derived from preformed nucleotides (22). A number of enzymes of pyrimidine salvage
pathway (Fig. 1) have been identified by sequence homology in the M. tuberculosis genome
(14): dCTP deaminase (dcd, Rv0321), which converts dCTP to dUTP; deoxyuridine
triphosphatase (dut, Rv2697c), which converts dUTP to dUMP; thymidylate synthase (thyA,
Rv2764c; thyX, Rv2754c), which takes dUMP to dTMP; and finally makes dTTP by
thymidylate kinase (tmk, Rv3247c) that converts dTMP to dTDP followed by nucleoside
diphosphate kinase (ndkA, Rv2445c) enzyme of de novo pathway that converts dTDP to
dTTP. Additional genes encoding enzymes in the pyrimidine salvage pathway include cdd
(Rv3315c), a deaminase that converts cytidine or deoxycytidine to, respectively, uridine or
deoxyuridine, and a thymidine phosphorylase (deoA, Rv3314c) that rescues the nucleoside
back to deoxyribose-1-phosphate and thymine, the free base. Homology was also found for
uracil phosphorybosyltransferase (upp; Rv3309c), uridine monophosphate kinase (pyrH,
(Rv2883c), and cytidine monophosphate kinase (cmk, Rv1712) described here. No homology
was found for uridine nucleosidase, uridine phorphorylase, uracil monophosphatase and
thymidine kinase encoding genes.
Hydrophilic agents traverse the mycobacterial cell wall slowly because of
mycobacterial porin inefficiency in permeation of solutes, and low concentration of porins.
Lipophilic agents are retarded by the lipid bilayer which is of unusually low fluidity (38).
Internalization of chemical compounds having negative net charge into cells is hampered due
to net negative charge of mycobacterial cell wall (5). Therefore, mono-, di-, or tri-phosphate
nucleosides are not likely to enter the mycobacterial cell unless there is a transport system to
carry out this process. Notwithstanding, no transporters for bases, nucleosides or nucleotides
of nucleic acids could be identified in M. tuberculosis (4). It is thus likely that M. tuberculosis
has to rescue bases and/or nucleosides and/or nucleotides to survive in a hostile environment
offered by the host. In general, pyrimidine bases and nucleosides, which are the transportable
precursors of the nucleotides, are not available as exogenous nutrients to most bacteria. It has
been estimated that thymidine and uridine, for instance, may be available to mycobacteria
growing in the host at a concentration range of 0.5-5.5 µM (43). It was described that
Mycobacterium leprae, the causative agent of leprosy, is able to incorporate exogenously
supplied pyrimidines as bases or nucleosides, but not as a nucleotide, into its nucleic acids
(43). It was also reported that other pathogenic mycobacteria, such as Mycobacterium avium
and Mycobacterium microti, although could not take up uridine nucleotides directly, were
able to utilize the pyrimidines by hydrolyzing them to uridine and then taking up the uridine
(44). Exogenous bases are usually transported into the cell by specific membrane proteins,
such as cytosine, uracil, and xanthine permeases. However, none of these were described or
found in the M. tuberculosis genome, as well as in other pathogenic mycobacteria.
CMK has been shown to be essential for the growth of two Gram-positive bacteria:
Bacillus subtilis (40) and Streptococcus pneumoniae (47). In addition, it has been proposed
that CMK is essential for in vitro growth of M. tuberculosis based on transposon site
hybridization studies (36). However, this approach is a screening tool and cmk gene
replacement must be carried out to assign an essential role to its protein product. The first step
should thus be demonstration that the Rv1712 locus indeed encodes a CMK enzyme.
Accordingly, the results here presented provide experimental evidence for cmk sequence
encoding a CMK enzyme that preferentially phosphorylates (d)CMP and that UMP is a poor
substrate. These results reinforce the likelihood of M. tuberculosis having a nucleoside
monosphosphate kinase specific for UMP.
Although CMP is not produced in the de novo pathway, it might accumulate either
from CTP during the synthesis of phospholipids or from the hydrolytic cleavage of mRNA.
Therefore, the physiological role of CMK is also to recycle CMP to CDP, which is either
rapidly phosphorylated by the unspecific nucleoside-diphosphate kinase to CTP or reduced to
dCDP (7). In bacteria CDP (as well as ADP, UDP, or GDP) can also result from
phosphorolytic cleavage of mRNA by polynucleotide phosphorylase (EC 2.7.7.8) (9, 32). It
therefore seems worth looking for a possible link between these two CDP-producing
enzymes, i.e., CMK and polynucleotide phosphorylase. The cmk gene is located in the M.
tuberculosis chromosome between engA (probable GTP-binding protein) and Rv1711
(probable RNA pseudouridylate synthase). In bacteria, the engA gene product plays a role in
linking DNA replication to cell growth and cell division. The EngA family are thought to act
as a cellular messenger by forming interactions with the ribosome, with the overexpression of
EngA in E. coli restoring the growth of null mutants of an rRNA methyltransferase (RrmJ),
which modifies the 23S rRNA in intact 50S ribosomal subunits (24). Pseudouridines are made
by seven pseudouridine synthases in Escherichia coli. The 16S and 23S ribosomal RNAs of
E. coli contain 11 pseudouridines clustered predominantly in functionally important regions
of the ribosome (31). Although speculative, the location of the gene cmk may support its role
in recycling of nucleotides derived from RNA degradation.
NMP kinases usually exhibit a high degree of sequence identity at the amino acid
level, despite variations observed in their substrate specifity. In eukaryotes, for instance,
phosphorylation of UMP and CMP is carried out by a single enzyme (29). Conversely,
bacteria possess two distinct enzymes, specific to either UMP or CMP and TMP (29).
Bacterial CMKs catalyze the phosphoryl transfer from ATP to CMP or dCMP. NMP kinases
are composed of three domains: the CORE, LID that closes upon binding of the phosphate
donor ATP, and NMP-binding domain that closes the active site upon binding of the
phosphate acceptor (42). The crystal structure of E. coli CMP kinase resembles those of other
NMP kinases sharing common features such as a central five-stranded β-sheet connected by
α-helices, a fingerprint sequence of Glu-X-X-Gly-X-Gly-Lys (P-loop), and an anion hole in
the central cavity for substrate binding (6). Classically, NMP kinases are divided into short
(including eukaryotic UMP-CMP kinases) and long forms. The latter group consists of
adenylate kinases with an insertion of around 27 residues into the LID domain (1). Bacterial
CMKs represent a third distinct family of NMP kinases, as they possess a short LID domain
but have an insertion of 40 amino acid residues in the NMP-binding domain (6). Multiple
sequence alignment of mycobacterial CMKs and E. coli CMK demonstrates that the P-loop
sequence is conserved and that amino acid residues interacting with the pyrimidine ring and
pentose moiety of CMP are conserved (Fig. 6). These functional and structural differences
could be exploited in the development of novel inhibitors targeted specifically towards M.
tuberculosis and other pathogenic mycobacteria. Accordingly, the demonstration of M.
tuberculosis cmk-encoded protein as a CMK with higher specificity for (d)CMP and
availability of functional homogeneous recombinant MtCMK will pave the way for future
structural efforts. Moreover, the results presented here are pivotal for providing a solid
foundation on which to base M. tuberculosis gene manipulation experiments (37) to
demonstrate the role, if any, of cmk in the biology of M. tuberculosis.
ACKNOWLEDGMENTS
Financial support for this work was provided by Millennium Initiative Program MCT-
CNPq, Ministry of Health-Department of Science and Technology (Brazil) to D.S.S. and
L.A.B. D.S.S. and L.A.B. also acknowledge grants awarded by CNPq, FINEP, and
PRONEX/FAPERGS/CNPq. D.S.S. (CNPq, 304051/1975-06), L.A.B. (CNPq, 520182/99-5)
and M.S.P. (CNPq, 500079/90-0) are research career awardees from the National Council for
Scientific and Technological Development of Brazil (CNPq). C.T. was supported by a
studentship from FARMASA (Laboratório Americano de Farmacoterapia S.A.).
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FIGURE LEGENDS
Figure 1: General scheme of pyrimidine nucleotide interconversion pathways in M.
tuberculosis. Individual enzymes are identified by their corresponding gene names (above
each relevant catalytic step): cmk, cytidine monophosphate kinase (Rv1717); dcd,
deoxycytidine triphosphate deaminase (Rv0321); ndk, nucleoside diphosphate kinase
(Rv2445c); pyrG, CTP synthase (Rv1699); pyrH, uridine monophosphate kinase (Rv2883c).
The Rv numbering system from (14) is mentioned for clarity. MtCMK (shaded in gray)
transfers a phosphate group from ATP to either CMP (and dCMP) or UMP to form CDP (and
dCDP) or UDP (substrates for MtCMK are shown in white on a black background). As we
demonstrate in the present work, UMP is a very poor substrate for MtCMK, and the predicted
M. tuberculosis UMP kinase (PyrH) probably represents the major NMP kinase for UMP in
the tubercle bacillus. Figure adapted from (18) and the KEGG database
(http://www.genome.jp/kegg/).
Figure 2: Cloning, expression, and purification of MtCMK. (A) Agarose gel (2%)
electrophoresis showing the PCR amplified cmk fragment. 1 - Molecular weight marker 1 kb
plus DNA Ladder (Invitrogen); 2- PCR amplified cmk fragment (693 bp). (B) SDS–PAGE
analysis of MtCMK expression in protein-soluble crude extracts. All samples were grown in
LB liquid medium containing 50 mg mL
-1
ampicillin at 37ºC to an OD
600
value of 1 either
induced by addition of 0.5 mM IPTG or not induced and then grown for an additional 9 h.
Lane 1, protein molecular size standards (50, 40, 30, 25, 20, 15 and 10 kDa) (Invitrogen);
Lane 2, E. coli BL21(DE3) [pET-23a(+)::cmk] cells induced; Lane 3, E. coli BL21(DE3)
[pET-23a(+)::cmk] cells uninduced; Lane 4, E. coli BL21(DE3) [pET-23a(+)] cells induced
(control); Lane 5, E. coli BL21(DE3) [pET-23a(+)] cells uninduced. (C) SDS-PAGE analysis
of fractions obtained during the purification of MtCMK. Lane 1, crude extract after dialysis;
Lanes 2 through 4, MtCMK after elution on Q-Sepharose Fast Flow, Sephacryl S200, and
Mono Q HR column respectively; Lane 5, protein molecular size standards (50, 40, 30, 25
and 20 kDa) (Invitrogen).
Figure 3: Initial velocity patterns for MtCMK with both substrates ATP (left panel) and
CMP (right panel) as variable substrate. Each curve represents varied-fixed levels of the
cosubstrate. The CMP concentrations varied from 23.4 to 1500 µM and ATP varied from 31.2
to 1000 µM.
Figure 4: Initial velocity patterns for MtCMK with both substrates ATP (left panel) and
dCMP (right panel) as variable substrate. Each curve represents varied-fixed levels of the
cosubstrate. The dCMP concentrations varied from 46.8 to 1500 µM and ATP varied from
62.5 to 1000 µM.
Figure 5: Initial velocity patterns for MtCMK with both substrates ATP (left panel) and
UMP (right panel) as variable substrate. Each curve represents varied-fixed levels of the
cosubstrate. The UMP concentrations varied from 6.5 to 50 mM and ATP varied from 0.25 to
4 mM.
Figure 6: A multiple sequence alignment of mycobacterial CMKs with the known three-
dimensional CMK structure from E. coli (CMK_Eco). The putative CMKs for M.
tuberculosis (Mtb), M. bovis (Mbo), M. leprae (Mle), M. avium (Mav), and M. smegmatis (Msm)
were aligned with CMK_Eco using default settings of the program CLUSTALW (41). Identical
conserved residues are shown in white on a black background and are also indicated by asterisks
below the alignment. Strongly similar and weakly similar residues are identified by colons and
periods, respectively. Strongly similar residues are also shaded in gray. Triangles and circles
above the alignment indicate key residues interacting with the pyrimidine ring of CMP (Ser36,
Arg110, Asp132, and Arg188 in CMK_Eco) and in pentose recognition (Ser101, Arg181, and
Asp185 in CMK_Eco), respectively, as determined by site-directed mutagenesis and
crystallographic studies (1, 29). The conserved fingerprint sequence GXXGXGK (where X
stands for any amino acid) of NMP kinases, which forms the phosphate binding loop (P loop), is
indicated at the N-terminal portion of CMKs (7).
Figure 1
Figure 2
Figure 3 (Left)
Figure 3 (Right)
Figure 4 (Left)
Figure 4 (Right)
Figure 5 (Left)
Figure 5 (Right)
Figure 6
Table1
TABLE 1. True steady-state kinetic parameters for M. tuberculosis CMK with three NMPs
and ATP as phosphate donor.
Phosphate
acceptor
Κµ (µ
M)
V
max
(U/mg)
k
cat
(s
-
1
)
k
cat
/K
m
(M
-
1
s
-
1
)
CMP 120 ± 9 131 ± 4 52 ± 2 1.1 x 10
6
dCMP 165 ± 7 75 ± 2 30 ± 1 0.2 x 10
6
UMP 13854 ± 771 32 ± 1 12.2 ± 0.4 0.88 x 10
3
5. CONSIDERAÇÕES FINAIS
A TB humana é a doença causada por um único agente infeccioso
responsável pela maior taxa de mortalidade na atualidade. O microorganismo
causador desta doença, Mycobacterium tuberculosis, que acompanha o ser humano
há milênios e que possui um alto poder de adaptação às defesas do organismo
hospedeiro, foi o responsável por milhares de mortes no passado quando não havia
nenhum conhecimento sobre as causas da doença.
Este panorama começou a ser revertido no final do século XIX, quando
Robert Koch identificou o seu agente causador. Nesta época, já existia o
conhecimento de que a doença era transmissível. No entanto, apenas na metade do
século XX é que surgiram os primeiros agentes para tratar a TB, como a INH e a
pirazinamida. Com a introdução posterior de outras drogas, entre elas, rifampicina e
etambutol, foi possível criar um esquema terapêutico eficaz para controlar e
combater a doença.
Durante décadas, observou-se uma queda das taxas de novos casos e de
mortalidade em países desenvolvidos e uma estabilização destes indicadores em
países subdesenvolvidos. De fato, pensava-se que a TB poderia ser eliminada até o
fim do século XX. No entanto, no final da década de 80 e início da década de 90,
esse quadro começou a sofrer um revés no mundo todo, em especial em países
desenvolvidos, principalmente, nos EUA, com o surgimento e a disseminação de
cepas resistentes a múltiplas drogas (MDR-TB). Além disso, o número de casos de
tuberculose no seu estado ativo aumentou drasticamente devido a co-infecção com
o vírus da HIV. Nesta época, começou a ser discutida e aplicada a prática da
detenção involuntária, principalmente, na cidade de Nova York (EUA). Esta prática
consistia na restrição do direito universal de ir e vir dos pacientes diagnosticados
com MDR-TB, sendo os mesmos obrigados pelo Estado a permanecerem internados
em instituições de saúde durante o período de tratamento, a fim de que não
disseminassem pela sociedade estas cepas de TB resistentes. O tratamento destes
pacientes foi possível graças à existência das drogas de segunda linha, mais tóxicas
e de maior custo que as de primeira linha. Porém, para agravar a situação em
meados de 2004 surgiram casos mais graves de resistências as drogas, as cepas
XDR-TB, o que preocupa epidemiologistas e profissionais da saúde com a possível
ameaça do retorno do tratamento da TB à era pré-quimioterápicos quando,
aproximadamente, 50% dos pacientes faleciam.
Este panorama epidemiológico, associado ao fato de que há mais de quatro
décadas não ocorre a introdução de novos agentes quimioterápicos para o
tratamento da TB, criaram a necessidade urgente de desenvolvimento de novos
medicamentos, que sejam menos tóxicos e que possam encurtar a duração do
tratamento atual, além de sua produção em larga escala ser, economicamente,
viável a países em desenvolvimento.
Em busca de novo alvos para o desenvolvimento de drogas, buscou-se neste
trabalho a confirmação de que o gene cmk descrito por homologia ao genoma de
Mycobacterium tuberculosis, codificava a proteína citidina monofosfato quinase.
Para tal, clonamos a enzima em vetor de expressão e desenvolvemos um protocolo
de expressão em E. coli afim de conseguirmos proteína necessária para os ensaios
que permitissem confirmar e caracterizar a sua atividade.
Os parâmetros cinéticos foram determinados espectrofotometricamente por
acoplamento na formação de nucleotídeos difosfatados pela reação catalisada pela
piruvato quinase (PK) e lactato desidrogenase (LDH) na presença de
fosfoenolpiruvato (PEP) e NADH como indicador, pois os produtos e os substratos
da CMK não são detectáveis em UV visível.
Os parâmetros cinéticos fornecidos pelo ensaio e análise dos gráficos de
duplo-recíproco mostraram que a enzima forma um complexo ternário e que seu
mecanismo é seqüencial. A intersecção das retas do gráfico de duplo-recíproco ao
lado esquerdo do eixo Y, permitiram excluir o mecanismo de rápido equilíbrio
ordenado.
A razão entre Kcat/Km determinou a constante de especificidade entre os
substratos, demonstrando que CMK fosforila preferencialmente CMP e dCMP, e que
UMP é um substrato pobre. Este resultado reforça a idéia de que há uma enzima
específica para a fosforilação de UMP.
Porém, esta metodologia não permitiu análises mais aprofundadas do
mecanismo enzimático, pois ensaios de pH, temperatura e inibição por produto não
puderam ser feitos, com o risco de que estes fatores influenciassem as enzimas
acopladas. Estes ensaios poderão ser feitos, futuramente, no microcalorímetro,
aparelho que está sendo adquirido pelo laboratório. Ou ainda pela técnica de diálise
em equilíbrio.
Outras técnicas foram testadas, a fim de se obter mais dados cinéticos, da
enzima CMK. A espectroscopia de fluorescência ou fluorimetria, baseia-se na
medição da fluorescência emitida por alguns aminoácidos (triptofano e tirosina)
depois de excitados por específicos comprimentos de luz. As características de
ligação dos substratos à enzima são avaliadas pela interferência que causam à
fluorescência da proteína. Porém, no caso da enzima CMK e seus substratos,
quando ambos eram colocados em uma cubeta para análise, a luz emitida pelo
fluorímetro era totalmente absorvida pelos substratos (ATP, CMP e dCMP) não
permitindo a formação do estado de excitação da enzima e sua detecção pelo
aparelho, este fenômeno é conhecido como “inner filter effect”. Portanto nenhum
dado foi obtido deste experimento.
Dados cinéticos de ligação em equilíbrio foram testados no BIACORE. O
princípio de detecção do equipamento BIACORE baseia-se na ressonância
plasmônica de superfície (SPR), um fenômeno óptico que ocorre quando a luz incide
em delgados filmes condutores sob condições específicas. O uso da tecnologia de
ressonância plasmônica de superfície (SPR) permite observar a ligação de qualquer
molécula à enzima imobilizada na superfície. As medidas quantitativas da ligação
entre uma ou mais moléculas são dependentes da imobilização da enzima à
superfície do sensor por chip. O SPR detecta mudanças de massa na camada
aquosa junto à superfície do sensor por chip medindo mudanças no índice de
refração. Quando as moléculas na solução teste se ligam a moléculas alvo, a massa
molecular aumenta, quando elas dissociam a massa diminui e este princípio simples
é a base do sensograma – um monitoramento contínuo e em tempo real da
associação e dissociação da interação das moléculas. Esta quantificação de massa
molecular é dada em RUs pelo sensograma do aparelho.
Foram testados alguns protocolos (descritos no ANEXO I) de imobilização da
enzima CMK nos chips. Porém, após a imobilização, da enzima não houve aumento
de massa, visto no sensograma, que indicasse a ligação do substrato a enzima
imobilizada. Várias hipóteses foram sugeridas para estes resultados, como a perda
de função da proteína pelas condições redutoras do tampão de imobilização ou pelo
bloqueio do sítio ativo da enzima pela imobilização no chip.
Com o objetivo de se obter detalhes em nível molecular acerca da estrutura
da enzima CMK e a interação entre a enzima e seus substratos, foram realizadas
tentativas de obtenção de cristais da enzima e dos complexos enzima-substrato.
Para tal fim, foram utilizadas soluções de proteína com concentrações entre 10 a 13
mg mL
-1
, variadas concentrações de substratos, e kits de screening de cristalização
da Hampton Research, os quais possuem variadas condições de cristalização com
relação à composição e concentração de tampão, sais e agentes precipitantes. Além
disso, foram testadas outras condições de cristalização, apresentados em artigos
[19], como 0,4M de sulfato de amônio. Outra técnica testada foi a cristalização
induzida pelo substrato, CMP, em concentrações saturantes. Todo este processo foi
realizado duas vezes, mas sem sucesso. Poderão ser testadas no futuro outras
condições de cristalização ainda não abordadas.
A fim de explorar as diferenças estruturais e funcionais encontradas nas NMP
quinases eucarióticas e bacterianas, para o desenvolvimento de drogas racionais,
este trabalho apresentou um protocolo de produção da enzima CMK de
Mycobacterium tuberculosis de forma homogênea e ativa. A produção da proteína
permitiu demonstrar que CMK fosforila preferencialmente CMP e dCMP em relação
a UMP. Além disso, os resultados apresentados aqui são essenciais para embasar
posteriores experimentos de manipulação gênica em M. tuberculosis a fim de
confirmar seu papel biológico.
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9. Brudney K, Dobkin J. Resurgent tuberculosis in New York City. Human
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10. World Health Organization. XDR-TB – Extensive Drug Resistant TB. 2006.
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11. World Health Organization. Global Tuberculosis Control Report, 2006.
12. Singh JA, Upshur R, Padayatchi N. XDR-TB in South Africa: No Time for Denial or
Complacency. PloS Medicine. 2007; 4: 19-25.
13. Berg JM, Tymoczko JL, Stryer L. Biochemistry. Hardcover. 2006. 6º edição.
14. Fontes R. Síntese e degradação de bases púricas e pirimídicas – Disponível
em:http://users.med.up.pt/ruifonte/PDFs/20062007/G22_bases_puricas_e_pirimidica
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15. KEGG PATHWAY Database. Disponível em:
http://www.genome.ad.jp/dbgetbin/get_pathway?org_name=mtu&mapno=00240.
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18. Briozzo P, Golinelli-Pimpaneau B, Gilles AM, Gaucher JF, Burlacu-Miron S,
Sakamoto H, Janin J, Barzu O. Structures of Escherichia coli CMP kinase alone and
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19. Bertrand T, Briozzo P, Assairi L, Ofiteru A, Bucurenci N, Munier-Lehmann H,
Golinelli-Pimpaneau B, Barzu O, Gilles AM. Sugar specificity of bacterial CMP
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enzyme. J. Mol. Biol. 2002; 315: 1099–1110.
20. Scheffzek K, Kliche W, Wiesmuller L, Reinstein J. Crystal structure of the complex of
UMP/CMP kinase from Dictyostelium discoideum and the bisubstrate inhibitor P1–
(5_-adenosyl) P5–(5_-uridyl) pentaphosphate (UP5A) and Mg2+ at 2.2 Å:
Implications for water-mediated specificity. Biochemistry. 1996; 35: 9716–9727.
21. Schlichting I, Reinstein J. Structures of active conformations of UMP kinase from
Dictyostelium discoideum suggest phosphoryl transfer is associative. Biochemistry.
1997; 36: 9290–9296.
22. Briozzo P, Evrin C, Meyer P, Assairi L, Joly N, Bärzu O, Gilles AM. Structure of
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25. Yu L, Mack J, Hajduk P J, Kakavas S J, Saiki AYC, Lerner CG, Olejniczak E T.
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7. ANEXOS
ANEXO I
PROTOCOLOS BIACORE
Foram utilizados nas análises o aparelho BIAcore X (GE Healthcare) e o chip
Sensor Chip CM5, contendo cadeias de dextran carboxi-metilado covalentemente
ligadas à superfície de ouro.
Inicialmente, foi determinado o pH do tampão de imobilização a partir do
cálculo do ponto isoelétrico (PI) de CMK. Como a proteína possui PI em torno de 4,8
foram testados os tampões acetato de sódio 10 mM pH 4.0 e pH 4.5, pois neste pH,
menor que o PI, os grupos amino das proteínas encontram-se carregados
positivamente e assim permitem sua ligação à matriz, carregada negativamente, do
chip.
A proteína CMK estava, desde a sua purificação em tampão Tris HCl pH 7,5,
porém neste tampão a enzima não pode ser passada pelo chip, pois o Tris compete
pela ligação as dextranas carregadas positivamente. Assim, a proteína foi dializada
contra o tampão Hepes (0,01 M Hepes, 0,15 M NaCl, pH 7,4).
Para imobilização da proteína CMK, esta foi diluída para 40 µg/ml no tampão
acetato escolhido. O tampão escolhido para a ativação das dextranas, imobilização
das proteínas e bloqueio das dextranas não ligadas as enzimas foi o HBS-N (0,01 M
Hepes, 0,15 M NaCl, pH 7,4).
O chip possui duas células iguais, isto é com a mesma composição (cadeias
de dextran carboxi-metilado), porém, estas são separadas fisicamente permitindo
que se tenha um controle negativo do experimento. Durante o experimento, tudo o
que é realizado em uma célula é feita na outra, a única diferença é que no controle
não é ligada a proteína (enzima CMK).
A ativação das dextranas (EDC/NHS, 1:1) foi feita, portanto, nas duas células,
em uma delas foi injetada a proteína para a imobilização e na outra as mesma
quantidades de tampão, que estava diluída a enzima. Em seguida as duas células
foram bloqueadas (1M Etanolamida, a 10 µL/min por 7’). A quantidade de proteína
imobilizada na célula é dada em RUs (do inglês resonance units), que aumenta a
medida que mais proteína é imobilizada na célula. O valor real de RUs imobilizados
no chip é dado pela subtração dos RUs da célula com proteína dos RUs da célula
controle.
No primeiro ensaio, com a proteína diluída com tampão acetato pH 4, foram 4
injeções (10 µl/min) da solução de enzima (40 µg/ml), 20 µl, 10 µl, 10 µl e 20 µl
respectivamente. Após o bloqueio tal ligação gerou uma diferença de RUs para o
controle de 15.000. Para ensaios enzimáticos os valores recomendados de RUs de
ligação variam enormemente em diferentes artigos, variando entre 200 a 3000 RUs.
Portanto a quantidade de RUs obtidas neste ensaio foi muito grande em relação às
injeções de proteína.
No segundo ensaio, foi utilizado o tampão acetato pH 4,5, a proteína foi
diluída para 20 µg/ml com objetivo de evitar uma grande quantidade (RUs) de
imobilização no chip.Com as mesmas quantidades de aplicações foi obtido 300 RUs
de imobilização.
Os substratos, CMP, dCMP e ATP foram diluídos com o mesmo tampão da
diálise para as concentrações de 62,5 µΜ, 125 µΜ, 250 µΜ, 500 µΜ, 750 µΜ e
1000 µΜ. A passagem dos substratos pelas duas células (a controle e a com a
enzima imobilizada) não apresentou diferença significativa de RUs, mostrando que
não houve ligação de nenhum dos substratos testados a enzima imobilizada.
Outros testes foram realizados mantendo-se a concentração da enzima
diluída, em tampão acetato pH 4,5, a 40 µg/ml constante e variando os tampões com
o qual a enzima era dializada e os substratos diluídos. Foram testados também
outras quantidades de RUs imobilizados de enzima (variando de 500 a 3000).
Tentou-se variar também a velocidade de passagem do substrato pelo enzima, 5
µl/min ,10 µl/min, 20 µl/min , 30 µl/min.
A seguir encontram-se os tampões e condições utilizados em testes posteriores:
- Hepes 100 mM, KCl 100 mM, MgCl
2
5 mM, pH 7,5 (na diálise e nos substratos)
-Tris HCl 50mM, NaCl 150 mM (nos substratos)
- Tris HCl 50 mM, NaCl 150 mM, MgCl
2
10 mM, 3% DMSO (nos substratos).
ANEXO II
From: journalsrr@asmusa.org [mailto:journalsrr@asmusa.org]
Sent: Wed 9/24/2008 12:41 PM
To: Luiz Augusto Basso
Subject: Manuscript submission (JB01337-08 Version 1)
Dr Luiz A. Basso
Pontificia Universidade Catolica do Rio Grande do Sul - PUCRS
Faculdade de Biociências - Centro de Pesquisas em Biologia Molecular e Funcional
Av. Ipiranga, 6681
TECNOPUC - Predio 92A
Porto Alegre, Rio Grande do Sul 90619-900
Brazil
Re: The Rv1712 locus from Mycobacterium tuberculosis H37Rv codes for a functional cytidine monophosphate
kinase that preferentially phosphorylates (d)CMP (JB01337-08 Version 1)
Dear Dr. Basso:
You have successfully submitted your manuscript via the Rapid Review system. The control number of your
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Journals Department or with the editor. You may log onto the Rapid Review system at any time to see the
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By publishing in the journal, the authors agree that any DNAs, viruses, microbial strains, mutant animal strains,
cell lines, antibodies, and similar materials newly described in the article are available from a national collection
or will be made available in a timely fashion, at reasonable cost, and in limited quantities to members of the
scientific community for noncommercial purposes. The authors guarantee that they have the authority to comply
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Similarly, the authors agree to make available computer programs, originating in the authors' laboratory, that are
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purposes. The authors guarantee that they have the authority to comply with this policy either directly or by
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If your manuscript is accepted for publication, a condition of acceptance is that you assign copyright to the
American Society for Microbiology. A copyright transfer agreement is sent with each letter of acceptance after
the manuscript has been scheduled for publication.
If your manuscript is accepted for publication in a 2008 issue, page charges (subject to change without notice)
will be assessed at $65 per printed page for the first eight pages and $200 for each page in excess of eight for a
corresponding author who is an ASM member or $75 per printed page for the first eight pages and $250 for each
page in excess of eight for a nonmember corresponding author. A corresponding author who is not a member
may join ASM to obtain the member rate. If the research was not supported, you may send a request for a waiver
of page charges to the Director, Journals. For more details, including type of articles not charged, see the
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IMPORTANT NOTICE: For its primary-research journals, ASM posts online PDF versions of manuscripts that
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accessible from the Journals website. The manuscripts are published online as soon as possible after acceptance,
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becomes free to everyone. Any supplemental material intended, and accepted, for publication is not posted until
publication of the final, typeset article.
Thank you for submitting your manuscript for consideration.
Jack Kenney
Production Editor
Journal of Bacteriology (JB)
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