( PDF ) Estudo comparativo de parâmetros elétricos na absorção de substratos Na+/H+-dependentes em epitélio jejunal e ileal de coelho em câmaras de ussing

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ

FACULDADE DE MEDICINA

Departamento de Fisiologia e Farmacologia

Estudo Comparativo de Parâmetros Elétricos na Absor-

ção de Substratos Na

-Dependentes em Epitélio

Jejunal e Ileal de Coelho em Câmaras de Ussing

Eduardo Augusto Torres da Silva

Fortaleza-Ceará

2002

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ

FACULDADE DE MEDICINA

Departamento de Fisiologia e Farmacologia

Estudo Comparativo de Parâmetros Elétricos na Absor-

ção de Substratos Na

-Dependentes em Epitélio

Jejunal e Ileal de Coelho em Câmaras de Ussing

Eduardo Augusto Torres da Silva

Tese apresentada ao Curso de Pós-Graduação

em Farmacologia do Departamento de Fisio-

logia e Farmacologia da Faculdade de Medi-

cina da Universidade Federal do Ceará para

obtenção do título de Doutor

Orientador:

Prof. Dr. Manassés Claudino Fonteles

Fortaleza-Ceará

2002

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S579e Silva, Eduardo Augusto Torres da

Estudo Comparativo de Parâmetros Elétricos na

Absorção de Substratos Na

-Dependentes em

Epitélio Je

unal e Ileal de Coelho em Câmaras de

Ussing / Eduardo Augusto Torres da Silva. – Fortaleza,

2002.

182 f. : il.

Orientador: Prof. Dr. Manassés Claudino Fonteles.

Tese (Doutorado). Universidade Federal do Ceará.

Faculdade de Medicina.

1. Câmara de perfusão. 2. Sistemas de transporte de

aminoácidos. 3. Dipeptídeos / Fisiologia. 4. Diarréia. 5.

Toxina da cólera. I. Título.

CDD 612.01575

Estudo Comparativo de Parâmetros Elétricos na Absor-

ção de Substratos Na

-Dependentes em Epitélio

Jejunal e Ileal de Coelho em Câmaras de Ussing

Tese apresentada ao Curso de Pós-Graduação em Farmacologia do

Departamento de Fisiologia e Farmacologia da Faculdade de Medicina da Uni-

versidade Federal do Ceará como requisito parcial para a obtenção do Título de

Doutor em Farmacologia.

Data da Aprovação: 29 de Maio de 2002

Banca Examinadora:

_________________________________

Prof. Dr. Manassés Claudino Fonteles

(Orientador)

_________________________________

Prof. Dr. Aldo Ângelo Moreira Lima

(co-Orientador)

_________________________________

Profa. Dra. Helena Serra Azul Monteiro

_________________________________

Prof. Dr. José Henrique Leal Cardoso

_________________________________

Prof. Dr. David Neil Criddle

iii

Aos meus pais

Honor Torres da Silva

Angélica Ellery Torres da Silva

Por tudo que fizeram por mim

AGRADECIMENTOS

Ao Prof. Dr. Aldo Ângelo Moreira Lima que, além de me orientar

os primeiros passos neste mundo fantástico das membranas epiteliais, colocou à

minha disposição, de forma gentil e desinteressada, todo seu equipamento, mate-

riais e instalações, sem os quais não poderia realizar este trabalho.

Ao Magnífico Reitor da Universidade Estadual do Ceará Prof. Dr.

Manassés Claudino Fonteles, meu orientador, cuja tenaz insistência me levou a

concluir esta tese.

Ao Prof. Dr. Alberto de Melo Soares, meu amigo e colega, que,

com suas críticas e observações sempre pertinentes, além do inestimável auxílio

na apresentação final deste trabalho, considero co-partícipe do mesmo.

A todos os meus colegas, técnicos administrativos e docentes do

Depto. de Fisiologia e Farmacologia da UFC, cujo carinho, compreensão, paci-

ência e incentivo me permitiram concluir esta tarefa. A todos eles, minha perene

gratidão.

Ao Prof. Dr. Carlos Maurício de Castro Costa por ter me permi-

tido “invadir” seu laboratório e usufruir de seu funcionário e equipamentos

(computador e impressora).

À Sra. Terezinha Freire França pelo seu fundamental auxílio téc-

nico, ao Sr. José Amadeus Souza que não permitiu a falta de material, e ao Sr.

Jociê Andrade da Silva que garantiu o suprimento de animais nas melhores

condições possíveis.

Ao Sr. Sílvio Alves Costa pela dedicação e atenção ao trabalho de

digitação desta tese.

SUMÁRIO

LISTA DE FIGURAS.................................................................................. viii

LISTA DE TABELAS................................................................................. xiii

LISTA DE ABREVIAÇÕES...................................................................... xv

RESUMO...................................................................................................... xviii

ABSTRACT.................................................................................................. xix

INTRODUÇÃO............................................................................................ 1

1. Transporte de Íons e Água........................................................................ 1

2. Canais Apicais de Cloreto........................................................................ 6

3. Transporte de Nutriente Na

-Dependentes............................................... 9

4. Diarréias Infecciosas................................................................................ 14

5. Cólera....................................................................................................... 16

6. Terapia com Solução de Reidratação Oral............................................... 20

7. Importância da Glutamina no Metabolismo do Enterócito...................... 22

8. Desenvolvimento de Novas Soluções de Reidratação Oral..................... 23

9. Relevância e Justificativa......................................................................... 24

10. Objetivos.................................................................................................. 26

MATERIAL & MÉTODOS........................................................................ 27

1. Animais Utilizados................................................................................... 27

2. Procedimento Cirúrgico........................................................................... 27

3. Preparo dos Fragmentos de Membrana.................................................... 29

4. Montagem dos Fragmentos de Tecido..................................................... 29

5. Princípio de Funcionamento das Câmaras de Ussing.............................. 31

6. Sistema de Perfusão/Aeração das Câmaras de Ussing............................. 37

7. Ajuste da Resistência Intrínseca do Sistema............................................ 37

8. Soluções Perfusoras.................................................................................. 40

9. Substratos Utilizados nos Experimentos.................................................. 40

10. Fase Experimental.................................................................................... 41

11. Tratamento Estatístico.............................................................................. 42

RESULTADOS............................................................................................. 43

1. Ação da Glicose sobre Jejuno.................................................................. 43

2. Ação da Glicose sobre Íleo....................................................................... 48

3. Comparação entre os Resultados da Ação da Glicose sobre Jejuno e

sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina................................................. 53

4. Ação da Glutamina sobre Jejuno.............................................................. 54

5. Ação da Glutamina sobre Íleo.................................................................. 59

6. Comparação entre os Resultados da Ação da Glutamina sobre Jejuno e

sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina.................................................

7. Ação da Alanina sobre Jejuno.................................................................. 65

8. Ação da Alanina sobre Íleo...................................................................... 70

9. Comparação entre os Resultados da Ação da Alanina sobre Jejuno e

sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina.................................................

10. Ação da Glicina sobre Jejuno................................................................... 76

11. Ação da Glicina sobre Íleo....................................................................... 81

12. Comparação entre os Resultados da Ação da Glicina sobre Jejuno e

sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina................................................

13. Ação da Alanil-Glutamina sobre Jejuno.................................................. 87

14. Ação da Alanil-Glutamina sobre Íleo....................................................... 92

15. Comparação entre os Resultados da Ação da Alanil-Glutamina sobre

Jejuno e sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina..................................

16. Resultados Gerais das Correntes de Curto-Circuito Basais nos Seg-

mentos Intestinais Jejuno e Íleo com e sem a Influência da Toxina de

Cólera....................................................................................................... 98

vii

17. Resultados Gerais das Diferenças de Potencial Transepitelial Basal nos

Segmentos Intestinais Jejuno e Íleo com e sem a Influência da Toxina

de Cólera..................................................................................................

100

18. Resultados Gerais das Resistências Transepiteliais Basais nos Segmen-

tos Intestinais Jejuno e Íleo com e sem a Influência da Toxina de

Cólera....................................................................................................... 102

19. Resultados Comparativos Globais da Adição Cumulativa dos Substra-

tos Glicose, Glutamina, Alanina, Glicina e Alanil-Glutamina Sobre os

Segmentos Intestinais Jejuno e Íleo com e sem a Influência da Toxina

de Cólera..................................................................................................

105

DISCUSSÃO................................................................................................. 109

1. Adição de Glicose no Jejuno e no Íleo....................................................... 116

2. Adição de Glutamina no Jejuno e no Íleo.................................................. 118

3. Adição de Alanina no Jejuno e no Íleo....................................................... 120

4. Adição de Glicina no Jejuno e no Íleo....................................................... 121

5. Adição de Alanil-Glutamina no Jejuno e no Íleo....................................... 122

6. Curvas de Significância.............................................................................. 124

CONCLUSÕES............................................................................................ 129

BIBLIOGRAFIA CONSULTADA............................................................. 131

ANEXOS....................................................................................................... 152

viii

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 -

Representação Esquemática dos Transportes de Íons e Água

no Enterócito..............................................................................

Figura 2 -

Ação da Teofilina e da Toxina Termo-Lábil do E. coli............. 8

Figura 3 -

Localização das Proteínas de Membrana Transportadoras do

Enterócito................................................................................... 13

Figura 4 -

Modo de Ação da Toxina do Cólera.......................................... 19

Figura 5 -

Alças Intestinais Isoladas........................................................... 28

Figura 6 -

Montagem dos Fragmentos de Tecido....................................... 30

Figura 7 -

Representação Esquemática das Câmaras de Ussing................. 32

Figura 8 -

Sistema Simplificado de um Fixador de Voltagem................... 34

Figura 9 -

Câmaras de Perfusão e suas Conexões ao Fixador de Voltagem.. 36

Figura 10 -

Aparelho Fixador de Voltagem.................................................. 38

Figura 11 -

Circuito Esquemático do Fixador de Voltagem com Compen-

sação de R

sis

................................................................................ 39

Figura 12 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal............................................................... 45

Figura 13 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal............................................................... 46

Figura 14 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal............................................................... 47

Figura 15 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................ 50

Figura 16 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................

Figura 17 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................ 52

Figura 18 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glutami-

na Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Frag-

mentos de Jejuno Proximal........................................................ 56

Figura 19 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Gluta-

mina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Jejuno Proximal................................................. 57

Figura 20 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Gluta-

mina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Jejuno Proximal................................................. 58

Figura 21 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glutami-

na Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Frag-

mentos de Íleo Distal................................................................. 61

Figura 22 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Gluta-

mina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Íleo Distal.......................................................... 62

Figura 23 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Gluta-

mina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Íleo Distal.......................................................... 63

Figura 24 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal............................................................... 67

Figura 25 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal...............................................................

Figura 26 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal............................................................... 69

Figura 27 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................ 72

Figura 28 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................ 73

Figura 29 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................ 74

Figura 30 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal............................................................... 78

Figura 31 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal............................................................... 79

Figura 32 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Jejuno Proximal............................................................... 80

Figura 33 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................ 83

Figura 34 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................

Figura 35 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmen-

tos de Íleo Distal........................................................................ 85

Figura 36 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Jejuno Proximal................................................. 89

Figura 37 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Jejuno Proximal................................................. 90

Figura 38 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Jejuno Proximal................................................. 91

Figura 39 -

Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Íleo Distal.......................................................... 94

Figura 40 -

Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Íleo Distal.......................................................... 95

Figura 41 -

Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de

Fragmentos de Íleo Distal.......................................................... 96

Figura 42 -

Valores Médios Basais das Correntes de Curto-Circuito no

Jejuno e no Íleo.......................................................................... 99

Figura 43 -

Valores Médios Basais das Diferenças de Potencial Trans-

epitelial no Jejuno e no Íleo....................................................... 101

xii

Figura 44 -

Valores Médios Basais das Resistências Transepiteliais no

Jejuno e no Íleo.......................................................................... 104

Figura 45 -

Incremento das Correntes de Curto-Circuito com a Adição

Cumulativa de Substratos..........................................................

106

Figura 46 -

Incremento das Diferenças de Potencial Transepitelial com a

Adição Cumulativa de Substratos..............................................

107

Figura 47 -

Incremento das Resistências Transepiteliais com a Adição

Cumulativa de Substratos..........................................................

108

Figura 48 -

Modelo Elétrico do Enterócito................................................... 112

Figura 49 -

Modelo de Regulação da Resistência Paracelular..................... 128

xiii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 -

Classificação dos Sistemas de Transporte de Aminoácidos..... 13

Tabela 2 -

Concentração em mM dos Principais Íons em Fezes Diarréicas..

Tabela 3 -

Composição Básica da Solução de Reidratação Oral............... 21

Tabela 4 -

Resultados da Ação da Glicose sobre Jejuno no Grupo Con-

trole (n = 6) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 7). Su-

mário dos valores dos Anexos 2 e 3.......................................... 44

Tabela 5 -

Resultados da Ação da Glicose sobre Íleo no Grupo Controle

(n = 6) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 6). Sumário

dos valores dos Anexos 4 e 5.................................................... 49

Tabela 6 -

Resultados da Ação da Glutamina sobre Jejuno no Grupo

Controle (n = 4) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 6).

Sumário dos valores dos Anexos 6 e 7...................................... 55

Tabela 7 -

Resultados da Ação da Glutamina sobre Íleo no Grupo Con-

trole (n = 8) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 5). Su-

mário dos valores dos Anexos 8 e 9.......................................... 60

Tabela 8 -

Resultados da Ação da Alanina sobre Jejuno no Grupo Con-

trole (n = 3) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 3). Su-

mário dos valores dos Anexos 10 e 11...................................... 66

Tabela 9 -

Resultados da Ação da Alanina sobre Íleo no Grupo Controle

(n = 3) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 3). Sumário

dos valores dos Anexos 12 e 13................................................ 71

Tabela 10 -

Resultados da Ação da Glicina sobre Jejuno no Grupo Con-

trole (n = 4) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 6). Su-

mário dos valores dos Anexos 14 e 15...................................... 77

Tabela 11 -

Resultados da Ação da Glicina sobre Íleo no Grupo Controle

(n = 5) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 5). Sumário

dos valores dos Anexos 16 e 17................................................ 82

xiv

Tabela 12 -

Resultados da Ação da Alanil-Glutamina sobre Jejuno no

Grupo Controle (n = 5) e no Grupo com Toxina de Cólera (n

= 5). Sumário dos valores dos Anexos 18 e 19.........................

Tabela 13 -

Resultados da Ação da Alanil-Glutamina sobre Íleo no Grupo

Controle (n = 5) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 5).

Sumário dos valores dos Anexos 20 e 21.................................. 93

Tabela 14 -

Equações de Tendência............................................................. 126

LISTA DE ABREVIAÇÕES

AMPc - Monofosfato de adenosina cíclico

AC - Adenililciclase

PDE - Fosfodiesterase

TL - Toxina termo-lábil da E. coli

AA - Aminoácido

SGLT1 - Co-transportador Na

-glicose tipo 1

GLUT2 - Transportador de glicose tipo 2

Sistema A - Transportador Na

-dependente de aminoácidos neutros pe-

quenos

Sistema ASC - Transportador Na

-dependente de aminoácidos neutros (T-

hr)

Sistema B - Transportador Na

-dependente de aminoácidos neutros

Sistema B

- Transportador Na

-dependente de aminoácidos com prefe-

rência por prolina

Sistema b

- Transportador não Na

-dependente

Sistema IMINO - Transportador Na

-dependente de aminoácidos com prefe-

rência por prolina e hidroxiprolina

Sistema L - Transportador Na

-dependente de L-isómeros

Sistema Xag - Transportador Na

-dependente com preferência por ácido

aspártico e glutâmico

Sistema y

- Transportador não Na

-dependente com preferência por

lisina e arginina

PEPT1 - Transportador de peptídeos H

-dependentes

mRNA - Ácido ribonucleico mensageiro

cDNA - Ácido deoxiribunucleico complementar

GM1 - Monosialosilgnaglisídeo

xvi

ADP - Adenosina difosfato

NAD - Nicotinamida

GTP - Guanosina trifosfato

ATP - Adenosina trifosfato

Gal - Galactose

Glc - Glicose

GalNAc - Ácido N-acetilgalactosamina

NANA - Ácido N-acetilneuramínico

GI - Gastrintestinal

- Corrente de curto-circuito

- diferença de potencial transepitelial

- Resistência transepitelial

PBS - Solução salina tamponada com fosfato

HC - Hemicâmara

, E

... Eliq - Potenciais de junção líquida

sis

- Diferença de potencial gerada pelo sistema

sis

- Resistência intrínseca do sistema

POT - Potenciômetro

ddp - diferença de potencial

epm - Erro padrão da média

R - Resistor, resistência

- Corrente elétrica

V - Voltagem, tensão

NHE3 - Trocador Na

-H

isoforma 3

Ocl - Ocludina (proteína transmembrana)

Cad - Caderina (proteína transmembrana)

Ac - Actina

M II - Miosina tipo II

xvii

Tyr - Tirosina

Phe - Fenilalanina

Trp - Triptofano

Asp - Ácido aspártico

Ile - Isoleucina

Cys - Cisteína

Ser - Serina

Leu - Leucina

Val - Valina

Glu - Glutamato

Ala - Alanina

Gly - Glicina

Thr - Treonina

xviii

RESUMO

Estudo Comparativo de Parâmetros Elétricos na Absorção de Substratos Na

Dependentes em Epitélio Jejunal e Ileal de Coelho em Câmaras de Ussing

Eduardo Augusto Torres da Silveira. Orientador: Manassés Claudino Fonteles. Depar-

tamento de Fisiologia e Farmacologia, Faculdade de Medicina, Universidade Federal

do Ceará

A cólera é uma doença que se tornou endêmica no Nordeste do Brasil

após a pandemia iniciada no Peru em 1991. A toxina do Vibrio cholerae (TC) causa

potente ação secretória no intestino delgado, podendo levar a desequilíbrio hidro-

eletrolítico e choque hipovolêmico nos pacientes com cólera. Postulamos que a admi-

nistração de substratos, tais como aminoácidos e di-peptídeos à base de glutamina,

possa aumentar a absorção de sódio e água no intestino, reduzindo parcialmente as

perdas hidro-eletrolíticas na doença. Este trabalho tem como objetivo estudar a farma-

codinâmica da absorção de substratos Na

e/ou H

-dependentes no intestino delgado

de coelho normal e naquele pré-tratado com a TC. A administração de substratos com

mecanismos de absorção Na

-dependentes pode contrabalançar parcialmente as perdas

hídricas e eletrolíticas. Outros substratos, tais como os di- e tri-peptídeos, que apresen-

tam mecanismos de absorção próton-dependentes, também possuem propriedades se-

melhantes. Estas reflexões nos levaram a estudar os efeitos da toxina de cólera sobre

os parâmetros elétricos de dois segmentos intestinais (jejuno e íleo). Alças de jejuno

proximal e de íleo distal foram isoladas in vivo e injetadas com 5 ml de toxina de cóle-

ra (1 µg/ml) em solução fisiológica (grupo experimental) ou igual volume de solução

fisiológica (grupo controle). Após 1 hora de incubação com a toxina, as alças foram

retiradas, dissecadas da membrana serosa e abertas. Os fragmentos planos foram mon-

tados em câmaras de perfusão com temperatura e oxigenação controladas. O lado mu-

coso foi perfundido por solução sem glicose (substituída por manitol), enquanto que o

lado seroso por solução glicosada. Após estabilização, foram adicionados cumulativa-

mente substratos em concentrações que variam de 1x10

-5

a 1,7x10

-3

M. Os parâmetros

elétricos corrente de curto-circuito (i

), diferença de potencial transepitelial (V

) e

resistência transepitelial (R

) foram medidos em câmaras de Ussing, antes e durante o

período de adição de substratos. Foi observado que: 1) a toxina de cólera aumentou

significativamente estes parâmetros, com exceção da R

, nos fragmentos de íleo; 2) a

adição de substratos de absorção Na

-dependentes nos fragmentos pré-incubados com

toxina de cólera sempre provocou um aumento da R

significativamente maior do que

aquele observado nos fragmentos controle, o mesmo ocorrendo com relação à V

mas com redução da i

; e 3) o di-peptídeo alanil-glutamina não causou alteração na

, mas aumentou significativamente a i

tanto nas preparações normais como nas

pré-incubadas. Esses resultados indicam uma possível ligação entre os mecanismos de

transporte de substratos Na

-dependentes e os mecanismos reguladores da resistência

paracelular, fenômeno não observado na absorção do substrato H

-dependente.

xix

ABSTRACT

Cholera is a disease that became endemic in Brazil Northeastern

after the pandemic initiated in Peru in 1991. Choleratoxin causes a potent intes-

tinal secretion effect, resulting in significant loss of hydro-electrolyte balance

and hypovolemic lock in patients with cholera. We postulate that the administra-

tion of substrates, such as amino acids and di-peptide-based glutamine, may in-

crease intestinal sodium and water absorption, resulting in partial decrease of

hydro-electrolyte loss in this disease. The aim of this work is to study the phar-

macodinamic of Na

and/or H

-dependent substrates in the rabbit normal small

bowel and in the pre-treated with choleratoxin. The administration of substrates

with sodium-dependent absorption could, partially, counterbalance the water and

electrolyte losses. Others substrates such as di- and tri-peptides presenting

mechanisms of proton-dependent absorption also reveal similar properties. The

above facts encouraged the development of this comparative study about the ef-

fect of cholera toxin on jejunum and ileum absorptive functions. The proximal

jejunum and distal ileum loops were isolated in vivo and injected with 5 ml of

cholera toxin (1 µg/ml) in saline (experimental group) or equal volume of saline

alone (control group). After 1 hour of toxin incubation, the jejunum and ileum

loops were excised, freed of their serosa membrane and opened. The fragments

were mounted in perfusion chambers with temperature and oxygen control. The

mucosal side was perfused with glucose-free physiological solution (substituted

by manitol) and the serosas side by physiological solution with glucose. After

stabilization, substrates from 1x10

-5

to 1.7x10

-3

M were cumulatively added. The

electric parameters of short circuit current (i

), transepitelial potential difference

) and transepitelial resistance (R

) were measured in Ussing chambers be-

fore and during the period of substrate addition. It was observed that: 1) the

presence of cholera toxin increased significantly those parameters, except for

, in ileum fragments; 2) the addition of substrates presenting sodium-depend-

ent absorption onto cholera toxin pre-incubated fragments always provoked an

increase of R

larger than that observed with control fragments. The same oc-

curred with V

, except for reduction of i

; and 3) the di-peptide alanyl-

glutamine did not alter the R

but increased significantly the i

both in normal

and pre-incubated preparations. These results indicate a probable link between

the transport mechanisms of Na

-dependent substrates and the regulatory

mechanisms of the paracellular resistance, phenomena not observed in H

dependent substrate absorption.

INTRODUÇÃO

No homem, o aporte de “água” no intestino delgado no período de

24 horas é de cerca de 9 litros, provenientes da dieta alimentar, secreções saliva-

res, gástricas e pancreáticas, e bile. O duodeno, jejuno e íleo absorvem, em con-

dições normais, cerca de 8,5 litros deste total, restando para o cólon 0,5 litros,

dos quais 0,1 litro é excretado com as fezes. O intestino grosso tem a capacidade

de absorver até 5 litros de água por dia, de forma que, caso não ocorra a espera-

da absorção de água no intestino delgado e o volume do mesmo que entra no

cólon seja maior que sua capacidade máxima de absorção, o excesso será excre-

tado como fezes liqüefeitas ou diarréias (JOHNSON, 1997).

O conteúdo estomacal que entra no intestino (duodeno) pode ser

hipo ou hiperosmolar com relação ao plasma, em ambos os casos, inicia-se o

transporte de água na direção lúmen-plasma e no sentido adequado para a obten-

ção da osmolaridade do conteúdo luminal, contudo, este transporte de água está

sempre associado ao movimento dos solutos que compõem as soluções (líquidos

extravasculares ou líquidos intraluminais). Estes solutos podem ser divididos em

dois grupos: um constituído por íons, tais como sódio, potássio, cloreto, bicar-

bonato e hidrogênio, e outro constituído por produtos do processo gastro-

digestivo, tais como açúcares, aminoácidos (AA), peptídeos, lipídeos e outros.

1. Transporte de Íons e Água

Na ausência de alimentos, são os íons os principais responsáveis

pela pressão osmótica no lúmen intestinal. A composição iônica do líquido intra-

luminal pode variar ao longo do intestino, mas, em situação normal, permanece

isotônica em relação ao plasma graças à alta permeabilidade do epitélio intesti-

nal à água e íons. O conteúdo gástrico que entra no duodeno, se hipotônico, ini-

cia o transporte de água no sentido lúmen-sangue, de forma que, ao atingir o li-

gamento de Treitz, o líquido intraluminal é isotônico com relação ao plasma, se

o conteúdo gástrico for hipertônico, ocorrerá uma excreção inicial de água e ele-

trólitos, mas ao atingir o jejuno proximal, a tonicidade intraluminal assemelha-se

àquela do plasma, e à medida que se afasta no sentido aboral, a capacidade de

transporte de sódio e água aumenta até a válvula íleo-secal (JOHNSON, 1997).

Considerando-se que o epitélio intestinal é classificado em termos

de permeabilidade como do “tipo frouxo” (TRAVIS & MENZIES, 1992), os

íons podem mover-se do lúmen para o sangue e vice-versa por vias paracelulares

ou transcelulares. O movimento passivo de sódio entre estes dois compartimen-

tos é feito pela via paracelular, que tem na zonulae ocludens, aquela estrutura

característica de todos os epitélios, um elemento regulador, e nos gradientes ele-

troquímicos e osmóticos, a energia determinadora do sentido de deslocamento.

Em condições normais, as pressões osmóticas atuam temporariamente e com

participação reduzida no transporte global de íons, ou em outras palavras, atin-

gido o equilíbrio osmótico do conteúdo intraluminal, os subseqüentes movimen-

tos de fluidos absortivos ou secretórios ocorrem isosmoticamente em relação ao

plasma. As funções secretórias e absortivas do trato intestinal são espacialmente

separadas: a secreção ocorre predominantemente nas células da cripta, enquanto

que a absorção nas células mais afastadas e já bem diferenciadas que formam os

vilos.

A absorção de sódio ocorre por meio de mecanismos situados na

membrana apical das células de borda em escova, todos eles impulsionados pelo

potencial eletroquímico do sódio. Considerando uma situação de isosmolaridade

entre conteúdo luminal e plasma e as células do epitélio intestinal, as concentra-

ções extracelulares dos íons sódio, cloreto e potássio, na altura do duodeno-

jejuno, serão, respectivamente, 140, 120 e 5 mM aproximadamente, enquanto

que as concentrações intracelulares são 20, 40 e 125 mM (FIELD et al., 1989),

valores típicos e ainda com uma diferença de potencial (ddp) de membrana de

cerca de -40 mV.

Os valores acima citados denotam o potencial eletroquímico favo-

rável ao influxo de sódio nos mecanismos anteriormente citados: o primeiro me-

canismo trata de uma difusão via canal seletivo de sódio, uma proteína de mem-

brana comum a vários outros epitélios e que é bloqueada por amiloride, um co-

nhecido diurético bloqueador do trocador Na

-K

(GARTY & BENOS, 1988),

cuja contribuição quantitativa na absorção de sódio no intestino delgado é pe-

quena, tornando-se mais acentuada na região reto-sigmóide (FRIZZEL et al.,

1976). O segundo mecanismo é aquele constituído pelas várias proteínas de

membrana que medeiam os co-transportes de substratos, tais como AA, peptí-

deos e açúcares. O terceiro mecanismo é constituído do co-transporte eletro-

neutro sódio-cloreto, em que o potencial eletroquímico do Na

é aproveitado

para transportar o Cl

−

, este transporte vai aumentando de importância à medida

que se desloca para o íleo terminal (KNICKELBEIN et al., 1983). E finalmente,

um quarto mecanismo, que é o co-transporte Na

-H

também eletro-neutro e

presente na membrana apical das células dos vilos e nas membranas basolaterais

das células dos vilos e da cripta (KNICKELBEIN et al., 1988).

Com relação ao cloreto, além do co-transporte Na

-Cl

−

já citado, ele

é também absorvido por um antiporte Cl

−

-HCO

−

, que ocorre tanto nas células

da cripta como nas dos vilos, e ao longo de todo o intestino delgado; o cloreto,

por sua vez, é também absorvido pela via paracelular, impulsionado por uma

ddp transepitelial.

O íon sódio que atravessa a membrana apical por qualquer de seus

mecanismos é transportado para o meio extracelular-basolateral pela bomba de

-K

ATPase, enquanto que o cloreto passivamente se difunde via canais clo-

ro-seletivos.

O íon potássio tem um potencial químico altamente desfavorável a

um transporte transcelular. Somente mecanismos de co-transporte ou de antipor-

te, como ocorre na região reto-sigmóide com uma H

-K

ATPase, poderiam

promover a absorção de K

(GUSTIN & GOODMAN, 1981; CROWSON &

SHULL, 1992); estes mecanismos são desconhecidos no intestino delgado, de

forma que apenas a via paracelular possibilita a absorção passiva deste íon.

Os trabalhos pioneiros realizados na década de 1950 por Koefed-

Johnsen & Ussing e por Ussing & Zerahn usando epitélio de pele de anfíbios, o

qual possui um mecanismo de transporte de sódio capaz de absorver este íon

contra um gradiente químico de 1 para 115 mM, constataram que a adição de

ouabaína à solução basolateral mas não a apical, era capaz de abolir o transporte

de sódio (USSING & ZERAHN, 1951). Posteriormente, Schultz & Zalusky, na

década de 1960, mostraram que a adição de glicose à solução apical do intestino

delgado aumentava a absorção de sódio, e ainda que a adição basolateral de ou-

abaína também abolia esta absorção. Como este glicosídeo é inibidor da bomba

de Na

-K

ATPase, por conseguinte, a absorção do íon sódio por qualquer de

seus mecanismos é um processo dependente de transporte ativo eletrogênico (S-

CHULTZ & ZALUSKY, 1964).

A Figura 1 mostra os diversos mecanismos de co-transporte, anti-

porte, difusão passiva, transportes ativos primário e secundário, bem como blo-

queadores e concentrações iônicas típicas.

Figura 1 – Representação Esquemática dos Transportes de Íons e Água no

Enterócito

Os círculos vazios ({) representam os transportes ativos secundários; o círculo

cheio (z) representa o transporte ativo ATP-dependente; as barras paralelas ho-

rizontais (=) representam os canais de difusão passiva; o quadrado cheio () re-

presenta o transporte facilitado; e as letras S representam os substratos (açúcares

ou aminoácidos de absorção sódio-dependente). O canal de cloreto é do tipo

com portão.

2. Canais Apicais de Cloreto

Em 1971, Michael Field adicionou AMP cíclico (cAMP) e/ou teofi-

lina ao lado seroso de uma preparação de íleo isolado e obteve um rápido e

grande aumento na corrente de curto-circuito da preparação, que não ultrapassa-

va seu valor máximo, mesmo com a adição simultânea das duas substâncias, e

constatou que o aumento de corrente era devido a um efluxo mucosal de Cl

−

(FIELD, 1971a; CHAPPE et al., 1998).

A teofilina é um conhecido inibidor de fosfodiesterase que promove

a elevação intracelular dos níveis tanto de cAMP como cGMP, apesar de dados

na literatura terem demonstrado aumento de secreção de Cl

−

independente da

elevação dos níveis de cAMP (CERMAK, 1998), outros autores, tais como Forte

e cols., demonstraram que em monocamadas de cultura de células T84 a adição

das enterotoxinas de Escherichia coli, tanto a termo-estável como a termo-lábil,

as quais estimulam respectivamente a guanilato-ciclase e a adenil-ciclase, pro-

movem um intenso efluxo apical de Cl

−

como resultante da abertura de canais de

cloreto apical (FORTE et al., 1992). O intenso efluxo de Cl

−

é possibilitado pela

força impulsionadora gerada pela diferença entre o potencial de membrana exis-

tente e o potencial de equilíbrio do cloro.

[Cl

−

]

∆V

Cl¯

= Vm

−

[Cl

−

]

Onde:

∆V

Cl¯

é a força eletro-motriz para o efluxo de cloreto;

Vm é o potencial de membrana;

R é a constante do gases;

T é a temperatura em graus Kelvin; e

[Cl

−

]

e [Cl

−

]

são as concentrações intracelular e luminal, respecti-

vamente.

Este efluxo de Cl

−

apical é compensado por um influxo de Cl

−

região basolateral promovido por um co-transporte eletro-neutro, o Na

-K

-2Cl

−

que por conta desta eletroneutralidade esta desacoplado do potencial elétrico da

célula, porém, função das razões de concentração dos íons envolvidos:

[Na

]

[Cl

−

]

[Na

]

[Cl

−

]

Este co-transportador basolateral usa a energia eletroquímica do

sódio, supre-se de Cl

−

abundante no espaço extracelular basolateral, e é bloque-

ado pelo diurético de alça furosemida (DHARMSATHAPHORN et al., 1985;

FIELD et al., 1989; O’GRADY et al., 1987). O abundante aporte de Cl

−

ao am-

biente luminal da cripta perturba a eletroneutralidade deste espaço, cuja correção

é a difusão de cátions (Na

) pela via paracelular, com conseqüente secreção de

água para o ajuste de osmolaridade.

A Figura 2 mostra os locais de ação das substâncias elevadoras da

concentração intracelular de AMPc.

Figura 2 – Ação da Teofilina e da Toxina Termo-Lábil do E. coli

A teofilina inibe a fosfodiesterase (PDE) enquanto que a toxina termo-lábil (TL)

do E. coli, atuando sobre uma proteína trimérica (αβγ), ativa a adenililciclase

(AC); ambas ações promovem a elevação da concentração intracelular de

AMPc, ativando uma proteína quinase A com conseqüente abertura de canais

apicais de Cl

−

. O círculo cheio (z) representa o transporte ativo e o círculo vazio

({) o transporte ativo secundário.

3. Transporte de Nutriente Na

-Dependentes

3.1. Absorção de Glicose

A absorção de glicose pelo enterócito é um processo ativo secundá-

rio mediado por uma proteína de membrana, um co-transportador que utiliza o

potencial eletroquímico do sódio como fonte de energia impulsionadora. Esta

proteína é conhecida como SGLT1, tendo já sua seqüência de aminoácidos (AA)

definida e seu gene localizado no cromossomo 22 (HEDIGER et al., 1987). In-

cubando-se fragmentos de intestino com Phlorizin-H

, um conhecido bloqueador

da absorção de glicose galactose (STIRLING, 1967; STIRLING & KINTER,

1967), ou com anticorpos específicos para a proteína, demonstrou-se que o co-

transporte localiza-se na membrana apical das células dos vilos mas não nas da

cripta (HWANG et al., 1991; TAKATA et al., 1992; FERRARIS et al., 1992a,

1992b), assim sendo, fica evidenciado a diferença funcional entre as duas micro-

regiões do epitélio, a cripta como eminentemente excretora e os vilos absortivos.

O efluxo de glicose pela membrana basolateral ocorre por meio de outra proteí-

na transportadora denominada GLUT2 e pertencente a uma família de proteínas

correlacionadas e presentes numa grande variedade de tecidos. No intestino, ela

localiza-se somente nas células já diferenciadas dos vilos e não naquelas ainda

imaturas da cripta, reforçando mais ainda a diferença funcional das duas regiões

(THORENS et al., 1990).

3.2. Absorção de Aminoácidos

A superfície mucosa do epitélio intestinal é a grande fronteira por

onde ocorre a entrada de nitrogênio-amino no corpo humano. A maior parte des-

te nitrogênio passa do lúmen para o sangue, bem como do sangue para as células

do enterócito via proteínas intrínsecas (carreadores) localizadas nas membranas

apicais e basolaterais das células da mucosa intestinal. As enzimas digestivas

reduzem a ingesta protéica a 40% de AA livres e a 60% de peptídeos que variam

de dois a seis resíduos de AA (JOHNSON., 1997).

Os AA livres são transportados nas membranas apical e basolateral

por mecanismos de transporte facilitado não-dependente de sódio ou por meca-

nismos de transporte ativos secundários (sódio-dependente). De uma forma não

muito rigorosa, procura-se classificar os vários sistemas de transporte por letras

e sinais que mostrem a preferência destes sistemas para determinados AA. Desta

forma, letras maiúsculas representariam sistemas Na

-dependentes, enquanto

que letras minúsculas referem-se a sistemas Na

-independentes, ainda, expoen-

tes tais como 0, + e − referem-se respectivamente à carga neutra, catiônica ou

aniônica dos AA (MAILLIARD et al., 1995).

De acordo com Mailliard, pelo menos nove diferentes proteínas de

membrana localizadas nos domínios apical e basolateral das células da mucosa

do intestino delgado participam dos sistemas de transporte de AA.

O sistema A, inicialmente associado ao transporte de alanina, é

também responsável pelo transporte Na

-dependente de AA neutros de baixo

peso molecular. Os sistemas B e B

estão respectivamente associados ao trans-

porte de AA neutros e de AA neutros e catiônicos, sendo dois sistemas Na

dependentes, enquanto que o sistema b

transporta estes mesmos AA, mas é

-independente. O sistema L está associado ao transporte de AA neutros com

cadeias laterais hidrofóbicas e é Na

-independente. Pesquisas mais recentes u-

sando sondas de cDNA mostraram que este sistema é constituído de pelo menos

dois tipos de proteínas com características funcionais bem definidas (SEGAWA

et al., 1999). O sistema LAT1 (L-type aminoacid transporter-1) (KANAI et al.,

1998) transporta preferencialmente AA neutros grandes com cadeias laterais

ramificadas ou aromáticas, enquanto que a isoforma LAT2 demonstra uma acen-

tuada seletividade pelo substrato, ela transporta todos os L-isômeros de α-AA

neutros com um pequeno Km para Tyr, Phe, Trp, Asp, Ile, Cys, Ser, Leu, Val e

Glu (SEGAWA et al., 1999). O sistema ASC está associado com o co-transporte

-dependente de AA neutros de cadeia curta (3-4 átomos de carbono) (STE-

VENS, 1992). O co-transporte Na

-dependente IMINO transporta preferencial-

mente o AA prolina (hidroxi-prolina) (MUNCK & MUNCK, 1992) assim como

o sistema Xag co-transporta preferencialmente os ácidos aspártico e glutâmico

(KANAI & HEDIGER, 1992). E finalmente, o sistema y

, é um transportador

-independente com preferência pelos AA arginina e lisina (CLOSS et al.,

1993). Observa-se que os sistemas transportadores mostram uma considerável

sobreposição funcional, significando assim que se um sistema com preferência

por determinados AA está saturado, outros sistemas transportadores podem fun-

cionar, embora que com menos eficiência (CASTAGNA et al., 1997).

3.3. Transporte de Di- e Tri-Peptídeos

Os fragmentos resultantes da digestão das proteínas encontram na

membrana apical do enterócito enzimas (peptidases) que os reduzem a AA li-

vres, di-peptídeos e tri-peptídeos, os quais são absorvidos por transportadores

específicos. Os peptídeos vão encontrar no compartimento intracelular peptida-

ses citoplasmáticas, contudo, uma significativa fração de peptídeos pode ser co-

mo tal transportada pela membrana basolateral para o sangue (JOHNSON,

1997).

O principal íon que através de seu gradiente eletroquímico impulsi-

ona os transportadores de açúcar, AA e peptídeos no mundo microbiológico é o

, enquanto que para o restante do reino animal é o Na

, o grande provedor da

energia impulsionadora destes mecanismos de transporte, com especial exceção

para os transportadores de peptídeos, os quais permanecem usando como fonte

de energia o gradiente eletroquímico do H

(LEIBACH & GANAPTHY, 1996).

Esta não alteração ao longo do processo evolutivo já mostra por si só a eficácia

do mecanismo, tanto que portadores de defeitos genéticos na absorção de AA,

tais como as doenças de Hartnup e cistinúria, não apresentam sinais clínicos de

desnutrição protéica, desde que estejam presentes no lúmen intestinal AA na

forma de pequenos peptídeos, além do mais, ao contrário do que sempre se a-

firmou sobre a pequena concentração de aminopeptídeos no plasma, estudos

mais precisos e recentes (SEAL & PARKER, 1991) demonstram que estas con-

centrações são da ordem de 50% do conjunto de AA plasmáticos. Adibi, em seu

trabalho com anima nobili (ADIBI, 1971), demonstrou que a absorção intestinal

de leucina na forma de di-peptídeo é cerca do dobro daquela de leucina livre, e

que no tocante à glicina, a absorção do di-peptídeo é mais que o triplo quando

comparada à absorção de AA livres. Várias outras observações levaram a consi-

derar-se atualmente o co-transportador intestinal de peptídeos como a principal

via de absorção de nitrogênio da dieta (MEREDITH & BOYD, 2000).

3.3.1. Localização do co-Transportador PEPT1

Estudos realizados com mRNA isolados do rim e trato gastro-

intestinal (GI) e transcritos por transcriptase reversa para cDNA mostram que a

célula renal expressa dois tipos de co-transportadores, o PEPT2 e o PEPT1, cu-

jas seqüências de AA mostram respectivamente 50% de identidade e 70% de

similaridade (LIU et al., 1995), enquanto que a célula intestinal expressa exclu-

sivamente o PEPT1. Quanto à ocorrência do co-transportador PEPT1 ao longo

do trato GI, observa-se que o mRNA para a síntese desta proteína é extrema-

mente abundante em células mucosas do duodeno e jejuno, menos abundante

nas células do íleo, muito reduzido no cólon e indetectável no estômago e ceco

(FREEMAN et al., 1995). Quanto ao eixo cripta-vilos, constata-se que as células

da cripta não transcrevem de forma detectável o mRNA para PEPT1 e que à

medida que as células migram para o ápice dos vilos (região de absorção) estas

passam a sintetizar a proteína transportadora de forma significativa (LEIBACH

& GANAPATHY, 1996). A Figura 3 mostra a localização destas proteínas

transportadoras nas membranas apicais e basolaterais das células dos vilos intes-

tinais, enquanto que a Tabela 1 ordena-as em função de serem ou não dependen-

tes de Na

para o co-transporte, bem como de sua preferência por aminoácidos.

Figura 3 – Localização das Proteínas de Membrana Transportadoras do Enterócito

Localização apical e basolateral dos transportadores, co-transportadores Na

dependentes, bem como do transportador de peptídeos (PEPT1) H

-dependentes.

PEP = peptídeos Neut. = AA neutros

Tabela 1 – Classificação dos Sistemas de Transporte de Aminoácidos

Sistema Na

-dependência Aminoácido preferencial

A + Neutros pequenos

B + Neutros (Thr)

IMINO + Pro

ASC + Neutros – Dipolares (Cys, Thr)

Xag + Asp, Glu

+ Neutros – Catiônicos (Lys)

−

Grandes – Ramificados – Neutros

−

Neutros, Catiônicos (Lys)

−

Arg, Lys

O sinal (+) significa a dependência de Na

para o co-transporte e o

sinal (−) a não dependência de Na

para o co-transporte

3.3.2. Transporte de Substâncias Peptidomiméticas

Várias pesquisas têm demonstrado que o co-transportador H

PEPT1 no intestino, bem como o H

-PEPT2 no rim, possuem a propriedade de

transportar substâncias peptidomiméticas (DORING et al., 1998) tais como as

cefalosporinas (cefaloxina, cefaradina, cefadroxil) ou as penicilinas (ciclacilina,

ampicilina) (GANAPATHY et al., 1995), e até mesmo o inibidor da enzima

conversora de angiotensina, o captopril (BOLL et al., 1994; FEI et al., 1994;

LIANG et al., 1995). Caso não fosse esta capacidade dos transportadores, tanto

a nível renal, quanto intestinal, a meia-vida biológica das substâncias supracita-

das seria bem menor, por conseguinte, o conhecimento desta propriedade deve

influenciar no “desenho” de futuros antibióticos, de tal maneira que suas estrutu-

ras moleculares favoreçam a afinidade com os transportadores (MEREDITH &

BOYD, 2000).

4. Diarréias Infecciosas

Segundo Gorbach, “diarréia é um grande equalizador, aflige todas

as classes, jovens e velhos, sadios e enfermos, com sintomas que variam de um

leve desconforto à ameaça à vida por desidratação” (GORBACH, 1997).

Guerrant define diarréia como “uma alteração no funcionamento

normal do intestino, caracterizado por um aumento do conteúdo de água, volu-

me e freqüência de evacuações” ou “uma redução na consistência (liquefação)

das fezes e aumento da freqüência para mais de três evacuações por dia”

(GUERRANT et al., 2001).

Pesquisadores que trabalham no campo das doenças diarréicas es-

timam que a cada ano morrem entre quatro e seis milhões de crianças na Ásia,

África e América Latina (SNYDER & MERSON, 1982; GUERRANT et al.,

1990). Nos Estados Unidos, a mortalidade por diarréia e desidratação é estimada

em 500 casos (dados de 1988) (HO et al., 1988; GUERRANT & BOBAK,

1991). Aqui no Nordeste Brasileiro, em uma pequena comunidade rural do Es-

tado do Ceará, Lima e cols. comprovaram que 70% das mortes na primeira in-

fância eram devidas à diarréia e ainda que metade dos óbitos estavam associados

à diarréia persistente (14 ou mais dias de duração) (LIMA et al., 1992, 2000).

Vírus, bactérias e parasitas são os patógenos que podem causar diarréia em adul-

tos e crianças, além dos casos de intolerância alimentar como o da lactose (LIF-

SHITZ et al., 1971), contudo, mais de 50% dos casos de diarréia têm um agente

patógeno específico não identificado (LANEY & COHEN, 1993).

A Tabela 2 a seguir fornece as concentrações de eletrólitos em mM

das fezes diarréicas para diferentes agentes patógenos (POWELL & SZAUTER,

1993).

Tabela 2 – Concentração em mM dos Principais Íons em Fezes Diarréicas

Doenças Na

−

HCO

−

Cólera 80 30 86 32

E. coli

53 37 24 18

Rotavírus 37 38 22 6

Fezes normais 20-30 50-75 15-20 25-30

A perda de fluido para as doenças acima citadas pode variar de 10 a

200 ml/kg de peso corporal de tal forma que uma criança pode perder quatro li-

tros e um adulto até mais de 14 litros de água corporal, o que equivale a cerca de

20% de seu peso total (POWELL & SZAUTER, 1993). Diarréias leves, cuja

perda de fluido varia de 3-5% da perda de peso corporal, normalmente não pro-

voca um déficit de eletrólitos e volemia muito significativos, mas as diarréias

secretórias de alto volume (acima de 10% de perda de peso corporal) resultam

em um perigoso desequilíbrio ácido-básico e em uma provável hipopotassemia,

cujas conseqüências podem ser insuficiência renal e distúrbios cardíacos e respi-

ratórios, que fatalmente levam ao choque e coma. Quadros desta gravidade re-

querem uma rápida reposição de água e eletrólitos por via intravenosa, mas se o

paciente suporta ingestão de fluidos, deve-se iniciar a administração da solução

de reidratação oral.

5. Cólera

A cólera é uma das doenças que afligem a humanidade com remoto

registro histórico e que causa surtos epidêmicos de grandes proporções e índices

significantes de mortalidade. Seu agente foi considerado por Robert Koch, em

1884, como sendo um veneno especial, e seus sintomas como um envenenamen-

to do epitélio intestinal. Em 1953, De & Chatterje, usando extratos estéreis de

cultura, e Dutta e cols., usando lisados estéreis de V. cholerae, conseguiram in-

dependentemente provocar diarréia em coelhos (DE & CHATTERJE, 1953).

Finalmente, em 1969, Finkelstein e cols. conseguiram isolar e purificar a toxina

do V. cholerae (FINKELSTEIN & LOSPALLUTO, 1969).

A toxina do V. cholerae tem uma estrutura que é característica da-

quelas toxinas com duas subunidades A e B, e é extremamente semelhante à en-

terotoxina termo-lábil da E. coli (SIXMA et al., 1991). Cada subunidade separa-

damente não possui atividade secretória significativa, sendo a subunidade B

considerada o elemento que promove a interação entre a toxina e o receptor ce-

lular, visto que a adição prévia da subunidade B purificada em alça isolada de

coelho inibe drasticamente o efeito da adição posterior da toxina (PIERCE,

1973). Outra evidência para o papel da subunidade B é que o emprego de anti-

corpos específicos para esta subunidade é muito mais eficaz no bloqueio da ati-

vidade da toxina do que o emprego de anticorpos específicos para a subunidade

A (PETERSON et al., 1979). O receptor para a toxina da cólera foi identificado

como sendo o monocialosilgangliosídeo, ou GM

(KING & VAN HEYNIN-

GEN, 1973; WOLF et al., 1998), que é um glicolipídeo complexo contendo oli-

gosacarídeos e um resíduo de ácido siálico (Figura 4). Os gangliosídeos existem

em maior ou menor quantidade em todas as membrana plasmáticas das células

animais. Nos epitélios, eles estão confinados à membrana apical aonde poderiam

auxiliar na proteção a situações de baixo pH ou de enzimas degradadoras

(WEIGANDT, 1982). Admite-se que pelo menos duas das cinco subunidades do

pentâmero B devem ligar-se a moléculas de GM

(DE WOLF et al., 1981; SI-

XMA et al., 1991). Várias evidências sugerem que as subunidades do pentâmero

B se ancorem à membrana citoplasmática e formem como que um largo poro

por onde a subunidade A possa ser introduzida na célula epitelial (SIXMA et al.,

1992; LONDON, 1992). Considerando-se o fato de que a redução da temperatu-

ra é um fator da gênese e deslocamento de vesículas intracelulares, Lancer e

cols., trabalhando com monocamadas de células T84 montadas em câmaras de

Ussing e variando convenientemente a temperatura da preparação, observaram

que só ocorria resposta significativa à adição da toxina nas temperaturas propí-

cias à formação vesicular, e sugeriram que este fenômeno envolve o transporte

vesicular da toxina (LENCER et al., 1992). Em trabalho posterior Lancer e cols.

usaram Brefeldin-A, um conhecido inibidor do transporte vesicular, e consegui-

ram bloquear quase totalmente a ação da toxina (LANCER et al., 1993).

Em 1977, Moss & Vaughan demonstraram que a subunidade A

convertia o NAD citoplasmático em ADP-ribose + nicotinamida (MOSS &

VAUGHAN, 1977). A ADP-ribose interage com a unidade α de uma proteína

trimérica G

que, liberando seu GDP e substituindo-o por uma molécula de GTP,

torna-se o complexo ADP-ribosil-Gα-GTP, perdendo assim sua atividade GT-

Pásica e ganhando uma permanente afinidade ativadora de adenilatociclase, que

provavelmente dura todo o ciclo de vida da célula (CASSEL & SELINGER,

1977; KAHN & GILMAN, 1984).

Como conseqüência da ativação da adenilatociclase pela toxina da

cólera, a concentração intracelular de cAMP é grandemente aumentada, e a res-

posta celular final é o exacerbado aumento da secreção de Cl

−

nas células da

cripta e uma concomitante redução da absorção em co-transporte do Na

-Cl

−

nas

células dos vilos (FIELD, 1971b; SHARP & HYNIE, 1971; KIMBERG, 1971).

A ação primeira da cAMP é a ativação da proteíno-quinase cAMP-

dependente (quinase A). Esta enzima catalisa a transferência de um fosfato ter-

minal do ATP para serinas ou treoninas específicas de determinadas proteínas,

neste caso, os canais de Cl

−

na membrana apical das células da cripta ou os co-

transportadores de Na

-Cl

−

nas células dos vilos.

Além da ação ativadora da adenililciclase, a toxina do V. cholerae

também gera no tecido intestinal o fator ativador de plaquetas (PAF), como de-

monstraram Guerrant e cols. (1994). No tecido renal, a toxina da cólera promove

uma significativa redução na taxa de filtração glomerular, contudo, quando o

rim é perfundido com toxina da cólera + WEB 2086 (um bloqueador do receptor

do PAF), bloqueia completamente o efeito induzido pelo cólera, sugerindo assim

que o efeito da toxina é mediado pelo PAF (MONTEIRO et al., 1999).

Figura 4 – Modo de Ação da Toxina do Cólera

A toxina ancora-se no gangliosídeo GM

e internaliza-se em forma de vesícula.

No citoplasma, o componente A vai ribolisar uma proteína G

α e ativar a adeni-

lilciclase (AC), o AMPc aumentado ativa a quinase A, nas células da cripta, se-

rão abertos canais apicais de Cl

−

, e nos vilos, será bloqueado o co-transporte de

-Cl

−

. No gangliosídeo, Gal = galactose, Glc = glicose, GalNAc = N-

acetilgalactosamina, e NANA = ácido N-acetilneuramínico

6. Terapia com Solução de Reidratação Oral

O uso de soluções de eletrólitos para reidratação de pacientes diar-

réicos, por via oral, começou a ser sugerido em meados da década de 1940, mas

a adição de glicose às soluções salinas só começaram a ser seriamente conside-

radas a partir de meados da década de 1960 quando então pesquisadores de-

monstraram a existência de um mecanismo de co-transporte Na

-glicose na

membrana apical do enterócito (SCHULTZ & ZALUSKY, 1964) de forma que

a presença de glicose ou outros açúcares semelhantes, tais como a galactose, por

exemplo, no lúmen, aumentavam a absorção de Na

, e com isto, também a de

água. Pesquisas posteriores mostraram que também os AA eram co-transporta-

dos com Na

Estudos sobre a fisiopatologia de diarréias severas, tais como a có-

lera, mostrando a intensa secreção luminal de Cl

−

e HCO

−

pelas células da crip-

ta, ao mesmo tempo que uma redução na absorção de Na

e Cl

−

nas células dos

vilos (WELSH et al., 1982; FIELD et al., 1989), contribuíram para esclarecer os

mecanismos da perda de eletrólitos nos estados diarréicos e impulsionaram o

desenvolvimento de soluções de reidratação oral (SRO). A importância do co-

nhecimento deste mecanismo foi demonstrada com os estudos realizados em pa-

cientes com cólera nas Filipinas, Bangladesh e Índia entre os anos de 1964 e

1968 (PHILLIPS, 1964; PIERCE et al., 1968; HIRSCHHORN et al., 1968).

Subseqüentes relatos mostrando a eficácia do emprego de SRO na correção da

acidose e desidratação (CASH et al., 1970; MAHALANABIS et al., 1973) leva-

ram a Organização Mundial da Saúde a deflagrar uma campanha em âmbito

mundial pelo emprego da SRO, propondo uma composição básica para a mesma

(Tabela 3).

Tabela 3 – Composição Básica da Solução de Reidratação Oral

Componentes mM Substância g/l H

Sódio 89 Cloreto de sódio 3,5

Potássio 20 Cloreto de potássio 1,5

Cloreto 80 Bicarbonato de sódio 2,5

Bicarbonato 30 Glicose 20,0

Glicose 111

− −

O uso de SRO tem pelo menos três vantagens: reduz o uso de infu-

são intravenosa, que é de maior custo que a oral (LANEY & COHEN, 1993);

reduz o risco de septicemia pelo emprego de soluções e equipos contaminados; e

reduz a presença de pessoal médico treinado.

Apesar da comprovada eficácia da terapia de reidratação oral

(TRO), algumas situações particulares recomendam cautela, e até mesmo con-

tra-indicação, no emprego desta terapia. É possível o desenvolvimento de hiper-

natremia quando se oferta um grande volume de SRO em curto intervalo de

tempo, ou se esta solução contém uma excessiva taxa de glicose, ou ainda na co-

administração de alimentos tais como leite desnatado (CLEARY et al., 1981),

principalmente se o paciente está com sua função renal reduzida. A reidratação

parenteral é indicada para pacientes com desidratação severa (acima de 10% de

perda de peso corporal) e com risco de complicações hemodinâmicas ou com

um volume de perda fecal maior que 10 ml/kg/h (LANEY & COHEN, 1993).

Nos países do terceiro mundo, e como conseqüência da deficiência

nos serviços de saúde pública, bem como de outros fatores sócio-econômicos,

tem-se divulgado uma forma alternativa para a TRO que é uma solução de clore-

to de sódio e sacarose (soro caseiro). Esta terapia tem sido de grande importân-

cia na redução da morbidez e mortalidade infantil nestes países, contudo, tem

uma desvantagem que é a ausência de potássio e bicarbonato (ELLERBROCK,

1981; BARROS et al., 1991).

7. Importância da Glutamina no Metabolismo do Enterócito

A glutamina é um AA não essencial que pode ser sintetizado por

praticamente todos os tecidos do corpo humano. Sua molécula possui cinco á-

tomos de carbono e dois radicais amino, característica esta que mostra sua im-

portância como transportador de nitrogênio para os tecidos periféricos (MAR-

LISS et al., 1971; WINDMUELLER, 1982)

A glutamina é captada por uma grande variedade de membranas

celulares de transporte de AA neutros, como os sistemas A e ASC sódio-

dependentes, ou pelo sistema L sódio-independente (CHRISTENSEN, 1973;

MIRCHEFF et al., 1980). Com a exclusão do aminosulfoácido taurina, 61% do

conjunto de AA livres restantes no tecido muscular esquelético é composto por

glutamina (BERGSTROM et al., 1974), e uma vez que este conjunto correspon-

de a 70-80% do total de AA livres do corpo como um todo, pode-se concluir que

sua metade é constituída por glutamina. O metabolismo da glutamina é regulado

por duas enzimas ATP-dependentes: a glutaminase, que converte glutamina em

glutamato e amônia, e a glutamina sintetase, que catalisa a reação em sentido

contrário. O glutamato tem três possíveis rotas para converter-se em α-

cetoglutarato, diretamente pela glutamato desidrogenase reagindo com piruvato

e catalisado pela glutamina-piruvato aminotransferase gerando assim alanina, ou

com oxaloacetato e catalisado pela glutamina-aspartato transaminase produzindo

assim aspartato (SOUBA et al., 1985). O α-cetoglutarato resultante da ação des-

tas vias entra no ciclo de Krebs, gerando 30 moles de ATP para cada mol de glu-

tamina. Os enterócitos do jejuno e do íleo, principalmente do jejuno, possuem as

mais altas concentrações de glutaminase em todo o corpo ao mesmo tempo em

que as concentrações citosólicas de glutamina são significativamente baixas

(SOUBA, 1993). Windmueller mostrou que a glutamina é o principal substrato

da cadeia respiratória da célula do enterócito (WINDMUELLER & SPAETH,

1980; WINDMUELLER, 1982) e que o intestino está bem capacitado a usar este

processo, pois a amônia resultante da hidrólise da glutamina pela glutaminase

mitocondrial difunde-se pelo Sistema Porta, passando logo pelo fígado (conver-

tendo-se em uréia) antes de difundir-se sistemicamente. A avidez do trato GI por

glutamina (particularmente o intestino delgado) é tal que cerca de 13% da glu-

tamina circulante é retirada da circulação mesentérica a uma taxa de 1200

nmol/kg de peso corporal/minuto (SOUBA et al., 1990; AUSTGEN et al.,

1991).

Pacientes tratados com drogas antineoplásicas, como o metotrexate,

ou submetidos a uma nutrição parenteral total por longo período de tempo, fre-

qüentemente apresentam um quadro de enterocolite e de atrofia vilosa (CUN-

NINGHAM et al., 1985; O’DWYER et al., 1989), bem como uma maior proba-

bilidade de translocação bacteriana (BURKE et al., 1989). Vários autores, con-

siderando o já conhecido fato de que a glutamina é o substrato preferido pelos

enterócitos em seus processos oxidativos, verificaram que a adição suplementar

de glutamina demonstra, no tocante às lesões causadas por drogas citotóxicas,

uma ação reparadora altamente significativa (FOX et al., 1987, 1988; MCANE-

NA et al., 1987), de tal forma que a adição de glutamina às soluções de nutrição

parenteral total preveniram tanto o processo de atrofia da mucosa intestinal

quanto o aumento da permeabilidade do epitélio (TAMADA et al., 1992; LI et

al., 1994).

8. Desenvolvimento de Novas Soluções de Reidratação Oral

Basicamente, o tratamento por via oral da desidratação tem como

objetivos compensar os três principais distúrbios do estado fisiológico imposto

ao portador de diarréia secretória: (1) corrigir o desequilíbrio ácido-básico medi-

ante a administração de bicarbonato; (2) restaurar a volemia pela absorção de

água, que só pode ocorrer com a concomitante absorção de sais tais como o Na-

Cl; e (3) refazer a composição plasmática de eletrólitos críticos como o K

, pois

inicialmente o uso de soluções de reidratação oral tinha como principal objetivo

a reposição das perdas fecais de Na

, K

e HCO

−

, como já comentado anterior-

mente. Em 1964, o reconhecimento do mecanismo de co-transporte Na

-glicose

introduziu mais um componente amplificador do processo de absorção de flui-

dos e eletrólitos (SCHULTZ & ZALUSKY, 1964).

As evidências de que vários agentes patógenos diarreicogênicos,

tais como C. dificile, C. perfrigens, Pseudomonas aeruginosa e S. aureus, dentre

outros, estão intimamente relacionados a enterocolites necrotizantes (SCHEI-

FELE, 1990; KASIMIR et al., 1990), ou ainda, que patógenos tais como C. je-

juni, H. pilori e V. cholerae, são produtores de citotoxinas desestabilizadoras da

barreira epitelial entérica (GUERRANT et al., 1987; FASANO et al., 1991), in-

duziu uma nova linha de pesquisa no sentido de procurar novas soluções para o

paciente diarréico que não fossem apenas de reposição de água e sais, mas tam-

bém reparadoras das lesões causadas ao tecido pelos diversos agentes patógenos.

O reconhecimento de que a glutamina é o metabólito preferido pelo

enterócito levou vários pesquisadores a demonstrarem que este AA era um po-

deroso agente auxiliador na reparação de lesões da mucosa intestinal (FOX et

al., 1988; KLIMBERG et al., 1990; ILLIG et al., 1992), e ainda, que o mesmo

agia também como amplificador no transporte de sódio, função esta conferida

inicialmente apenas à glicose (SOARES et al., 1991, 1992; LIMA et al., 1992;

SILVA et al., 1998; ABELY et al., 2000), por conseguinte, em decorrência des-

tas pesquisas, a adição de glutamina confere uma significativa melhora na quali-

dade terapêutica das soluções de reidratação oral.

9. Relevância e Justificativa

Diarréias em geral, e em particular diarréias infecciosas, são conse-

qüências de uma complexa disfunção nos mecanismos fisiológicos de transporte

de eletrólitos em um epitélio normal. Nas diarréias infecciosas severas, o pro-

blema dominante não é a infecção em si, mas sim o bloqueio da absorção de á-

gua e eletrólitos e a estimulação da secreção dos mesmos, o que leva à desidra-

tação, desequilíbrio eletrolítico e até à morte.

A desidratação, acidose e hipoperfusão de órgãos vitais (podendo

chegar até a um completo colapso circulatório) são os grandes responsáveis pela

morbidez e mortalidade associadas às doenças diarréicas infecciosas. Doenças

estas que nos países ricos (também conhecidos como “do 1

mundo”) são casos

episódicos acidentais. Já nos países mais pobres (também conhecidos como “em

desenvolvimento”), em função de fatores tais como urbanização desordenada

associada à ausência de saneamento básico, baixo nível educacional, precários

serviços de saúde pública, e reduzido poder aquisitivo, estas doenças são ainda

um flagelo que castiga mais ainda àqueles que, pelos fatores acima descritos, já

são subnutridos, e portanto, deficientes em seus sistemas fisiológicos de defesa.

Há, portanto, três opções terapêuticas para o tratamento das diarréi-

as infecciosas:

1. Reposição e manutenção de fluidos e eletrólitos perdidos;

2. Reparo farmacológico dos distúrbios provocados nos mecanis-

mos de transporte de água e eletrólitos mediante o emprego de

drogas anti-inflamatórias, bloqueadoras de motilidade, bloquea-

doras de canais de Cl

−

; e

3. Antibioticoterapia.

Das três opções acima, a que mais se adequa ao contexto de países

como o nosso, onde doenças diarréicas são mais aflitivas, é a primeira, pois é

nela que se enquadra a Terapia de Reidratação Oral.

Esta terapia será tanto mais eficaz quanto os componentes que

compõem as soluções promoverem uma absorção de água, e conseqüentemente

de eletrólitos, da forma mais eficiente possível. Além do mais, esta terapia é a de

mais baixo custo, não é do tipo invasiva, e dispensa pessoal médico permanente.

10. Objetivos

10.1. Geral

Comparar dois segmentos distintos do trato gastrintestinal absortivo

(jejuno e íleo) sob a ação de agente estimulador da secreção intestinal e o efeito

que a adição de substâncias normalmente absorvíveis possam provocar no senti-

do de compensar ou minimizar esta ação secretora.

10.2. Específicos

1. Avaliar a eficiência in vitro do transporte sódio-dependente dos

substratos glicose, glutamina, alanina e glicina, e o transporte próton-dependente

do di-peptídeo alanil-glutamina, entre duas regiões anátomo-topograficamente

distantes (jejuno proximal e íleo distal), em situação normal e pré-incubados

com toxina da cólera, usando como modelo, epitélio intestinal de coelho, e para

obtenção dos dados, a técnica de fixação de voltagem em câmaras de Ussing.

2. Investigar as relações entre corrente de curto-circuito (i

), dife-

rença de potencial transepitelial (V

) e resistência transepitelial (R

) como

função da absorção de substratos.

3. Sugerir um modelo de absorção intestinal, e um possível substra-

to dentre os estudados, como componente de uma solução de reidratação oral.

MATERIAIS E MÉTODOS

1. Animais Utilizados

Foram usados coelhos albinos da raça California, de ambos os se-

xos, com peso variando entre 1.100 e 2.000 g. Os animais eram mantidos em

jejum com água ad libitum nas 24 horas precedentes ao experimento.

2. Procedimento Cirúrgico

Com o animal convenientemente imobilizado, era aplicada, na regi-

ão glútea, uma injeção intramuscular do sedativo-analgésico-relaxante muscular

Rompum (cloridrato de 2-(2,6-xilidino)-5,6-dihidro-4-H-1,3-tiazina, Bayer S.A.,

Brasil) na dose de 10 mg/kg de peso. Quando o animal mostrava os primeiros

sinais de sedação, era aplicada uma injeção intramuscular do anestésico Franco-

tar (quetamina base, Virbac do Brasil Ind. e Com. Ltda.) na dose de 60 mg/kg de

peso. Observamos que a quetamina, em muitos casos, apesar de provocar uma

sedação profunda, não era eficiente em promover analgesia e relaxamento mus-

cular adequados, tanto que alguns de nossos experimentos foram abortados por

total impossibilidade de obtenção do efeito anestésico adequado.

Estando o animal convenientemente anestesiado, foi feita uma inci-

são com cerca de 6 cm na porção média do abdômen, sobre a linha Alba. O in-

testino delgado é exposto, e na região do íleo correspondente ao fim do apêndice

(cerca de 18 cm da válvula íleo-secal), foi feita uma dupla ligadura, e a partir

deste ponto, no sentido oral, medimos cerca de 15 cm, quando fazemos uma se-

gunda dupla ligadura, e novamente mais 15 cm é medido e ligado, de forma a

obter-se duas alças isoladas de íleo distal (Figura 5). O intestino delgado conti-

nua a ser exposto até o ligamento de Treitz (30 a 40 cm do piloro), neste ponto,

e agora no sentido aboral, isola-se duas alças de 15 cm de jejuno proximal, con-

forme acima descrito.

Em cada par de alças, uma é escolhida para injetar-se 5 ml de solu-

ção salina tamponada com fosfato (PBS) estéril, nas duas restantes (uma de je-

juno e outra de íleo), foi injetado 5 ml de solução contendo toxina de Cólera

(Sigma Chemical Co., USA) diluída em PBS na concentração de 1,0 µg/ml.

Após o preparo das alças, as vísceras eram cuidadosamente reintro-

duzidas na cavidade abdominal, e a incisão devidamente suturada, o animal era

mantido em decúbito dorsal e permanentemente observado, visto que freqüen-

temente torna-se necessário um reforço de anestésico. A figura abaixo mostra

duas alças isoladas no íleo distal prontas para a reintrodução no abdômen.

Figura 5 – Alças Intestinais Isoladas

A foto acima mostra duas alças intestinais isoladas por duplas ligaduras (L) com

cerca de 15 cm cada. Em uma delas (A1), foram injetados 5 ml de PBS estéril,

na outra (A2) injetou-se 5 ml de PBS + 5 µg de toxina do cólera. Observa-se

ainda o apêndice (Ap) e o mesentério e sua circulação (Me).

3. Preparo dos Fragmentos de Membrana

Após 1 hora de incubação, o animal era sacrificado, a incisão rea-

berta, e as alças retiradas, colocadas em um Becker contendo PBS a cerca de

5ºC, e devidamente identificadas quanto ao conteúdo e posição anatômica de

cada uma delas.

Cada alça foi suficientemente lavada pela passagem de PBS resfria-

do em seu interior para a eliminação de eventuais restos alimentares. Todas as

alças eram seqüencialmente varetadas com uma pipeta de vidro de 5 ml, e com o

auxílio de um bisturi, fez-se duas suaves incisões ao longo da inserção mesenté-

rica apenas o suficiente para cortar a membrana serosa, que era gentilmente, e

em sua totalidade, dissecada de forma que a camada de músculo longitudinal

ficasse exposta. Ainda com o bisturi, o corte ao largo da inserção mesentérica é

aprofundado, fazendo com que a alça intestinal tome a forma de uma fita sobre a

superfície de uma placa de Petri, devidamente umedecida com PBS e apoiada

sobre uma placa de gelo, ficando a mucosa voltada para cima. O tecido assim

preparado foi fragmentado em pedaços com cerca de 3 cm de comprimento des-

cartando-se aquelas regiões que apresentam placas de Peyers.

Cada fragmento de tecido foi convenientemente colocado entre du-

as hemicâmaras de acrílico com uma área escavada interna de 1,0 cm

e um vo-

lume total de 0,8 cm

, cada hemicâmara possui quatro orifícios para as pontes de

agar e líquido perfusante, este conjunto é então montado em um suporte adequa-

do e o compartimento seroso é preenchido com Ringer-Glicosado, enquanto que

o mucoso o é com Ringer-Manitol.

4. Montagem dos Fragmentos de Tecido

Uma das duas hemicâmaras possui cinco pinos pontiagudos de aço

inox fixados ao longo da borda do escavado interno, enquanto que na outra he-

micâmara cinco orifícios correspondentes permitem o perfeito encaixe dos pi-

nos.

Com o auxílio de pinças, os fragmentos retangulares de tecido são

cuidadosamente apoiados e transfixados nos pinos de forma que a “membrana

epitelial” se mantenha em posição até a justaposição da outra hemicâmara, o

conjunto é então montado em um suporte adequado (Figura 6). Do lado mucoso

é colocado 0,8 ml de solução livre de glicose (Ringer-Manitol), enquanto que no

lado seroso é acrescentado também 0,8 ml de solução com glicose (Ringer-

Glicose).

Figura 6 – Montagem dos Fragmentos de Tecido

A foto acima mostra um fragmento de tecido (FT) fixado sobre uma hemicâmara

(Hc) na qual já estão colocadas as pontes salinas de agar (P). Observa-se ainda

que a placa de Petri esta apoiada sobre uma barra de gelo. No canto superior di-

reito, vêem-se as hemicâmaras que serão justapostas àquela do centro da placa

de Petri.

Placa de Petri

Barra de Gelo

5. Princípio de Funcionamento das Câmaras de Ussing

Antes da montagem definitiva das hemicâmaras com os fragmentos

de alça, as câmaras de Ussing devem ser ajustadas. O sistema completo de câ-

maras de Ussing pode ser separado em três partes: a primeira parte é constituída

pelas hemicâmaras que mantêm a membrana e pelos recipientes de soluções per-

fusantes permanentemente aeradas e com temperatura constante; a segunda parte

é constituída pelas conexões elétricas das hemicâmaras formadas pelas pontes

salinas, eletrodos de prata e de calomelano (Beckman Instruments Inc., Irvine,

CA, USA); e a terceira parte é constituída pelo fixador automático de voltagem

BIC (modelo AVC-300) (Buck & Co. Inc., Franklin, MA, USA). Cada par de

hemicâmaras está conectada ao fixador de voltagem por dois pares de pontes

salinas (agar-Ringer). O primeiro par é constituído por tubos de polietileno com

cerca de 15 cm de comprimento e 1,57 mm de diâmetro interno, preenchido com

gel agar-Ringer. Uma das extremidades destes tubos é inserida no orifício de

cada hemicâmara mais próximo das faces do fragmento de tecido, enquanto que

as outras extremidades são mergulhadas em recipientes contendo solução satu-

rada de KCl. Nestes recipientes, são também mergulhados eletrodos de calome-

lano, que são ligados às entradas do fixador de voltagem. O segundo par de pon-

tes é também constituído por tubos de polietileno, mas com 2,15 mm de diâme-

tro interno. Uma de suas extremidade é inserida no orifício distal da hemicâma-

ra, enquanto que a outra é mergulhada em recipiente também contendo KCl sa-

turado. Os eletrodos de prata aí colocados farão a conexão com as saídas do fi-

xador de voltagem (Figura 7).

Figura 7 – Representação Esquemática das Câmaras de Ussing

O sistema completo é constituído pelas partes: I- Hemicâmaras conectadas aos

banhos perfusantes aerados e aquecidos; II- Conexões elétricas via pontes sali-

nas, eletrodos de calomelano (c) e de prata (Ag); III- Fixador automático de vol-

tagem.

As junções entre as pontes de agar, bem como os eletrodos de ca-

lomelano e as soluções de KCl e fisiológicas (PBS) que preenchem as câmaras

(Figura 8), possibilitam processos de difusão de íons nas interfaces de contato,

originando potenciais de junção líquida (E

), portanto, mesmo sem os fragmen-

tos de tecido montados nas câmaras, pode ser gerado uma ddp por conta destas

junções, e que pode ser expresso como a seguir:

+ E

– E

’ – E

’ = ∆E

liq

Dependendo do valor de cada potencial de junção, esta diferença

pode ser:

∆E

liq

= 0 ∆E

liq

< 0 ∆E

liq

> 0

Isto é equivalente ao próprio sistema gerar uma bateria (∆E

liq

= V

sis

)

e possuir uma resistência intrínseca (R

sis

), como representado na Figura 8.

Figura 8 – Sistema Simplificado de um Fixador de Voltagem

Com o circuito aberto, o milivoltímetro (mV) expressa a ddp resultante dos po-

tenciais de junção líquida, simbolizado por V

sis

. Ajustando-se o potenciômetro

(POT), gera-se uma corrente medida no microamperímetro (µA) e que origina

uma ddp antagônica a do sistema

Procuramos sempre trabalhar com a menor V

sis

possível. Arbitrari-

amente, estipulamos ± 0,8 mV como valor máximo admissível, portanto, quando

da montagem preliminar para a determinação de R

sis

, obtinha-se valores de V

sis

maiores que ± 0,8 mV, todo o sistema (hemicâmaras e pontes salinas) era des-

montado, as pontes eram trocadas e revistas as diversas conexões.

O princípio de desenvolvimento das técnicas aqui empregadas é

baseado na possibilidade das medidas de diferença de potencial (ddp) e corren-

tes (i) geradas por um tecido vivo como função de potenciais eletroquímicos, e

das propriedades peculiares dos tecidos em gerarem fluxos iônicos, por conse-

guinte, é fundamental que diferenças de potencial e correntes sejam mediadas de

forma seletiva.

O equipamento mostrado nas figuras 9 e 10 é um fixador de volta-

gem. Este equipamento nos permite gerar uma tensão antagônica à preparação,

cuja resultante seja uma desejada ddp, e que ao mesmo tempo seja possível me-

dir-se a corrente produzida, e com estes dados possa-se determinar valores de

resistência inerentes ao circuito em estudo. Para melhor entendimento das medi-

das realizadas neste trabalho, apresentamos a seguir o esquema simplificado do

equipamento em questão (Figura 9).

Figura 9 – Câmaras de Perfusão e suas Conexões ao Fixador de Voltagem

As entradas + e − do aparelho estão permanentemente conectadas ao milivoltí-

metro e lêem as ddp geradas pelos fragmentos de tecido (Vm), bem como aque-

las geradas pelo próprio sistema (V

sis

) através das conexões feitas pelas pontes

salinas e eletrodos de calomelano. Os eletrodos de prata (Ag) estão ligados em

série com o microamperímetro (µA). O potenciômetro (Ω) compensa a resistên-

cia do sistema (R

sis

) e o comando (clamp) é o potenciômetro para o ajuste de fi-

xação de voltagem

6. Sistema de Perfusão/Aeração das Câmaras de Ussing

Cada hemicâmara possui, além dos orifícios das pontes de agar,

mais dois orifícios para acoplamento do banho de perfusão individual para cada

hemicâmara. A circulação da solução é feita por arraste por borbulhamento de

mistura carbogênica. O recipiente que contém a solução perfusante é envolvida

por uma “camisa” na qual circula água aquecida a 37,8ºC (FIELD et al., 1971),

mantida por uma bomba de circulação termo-estável (Haake Fe2, Berlin-W-

Germany).O banho que irá perfundir o lado mucoso é preenchido com 9,2 ml de

Ringer-Manitol, enquanto que o do lado seroso o é com 9,2 ml de Ringer-

Glicose (Figura 7).

7. Ajuste da Resistência Intrínseca do Sistema

Como já comentado anteriormente, é possível que ocorra o apare-

cimento de uma ddp espontânea (conseqüente do desequilíbrio dos potenciais de

junção líquida), diferente de zero, além disto, devemos considerar que as corren-

tes geradas irão atravessar percursos constituídos por soluções, que apesar de

conterem eletrólitos, possuem uma resistência própria. A determinação da resis-

tência é feita com as duas hemicâmaras devidamente montadas e preenchidas

com solução fisiológica. Com todas as pontes salinas e eletrodos devidamente

posicionados, ajusta-se o comando de fixação de voltagem de forma a ler-se 0,0

µA, anota-se a ddp registrada no mostrador do milivoltímetro (V

= voltagem

espontânea do sistema), ajusta-se novamente o fixador de voltagem até que o

microamperímetro acuse uma corrente de 100 µA e anota-se o novo valor de

ddp (V

100

) expresso no milivoltímetro. A resistência do sistema é calculada pela

aplicação da lei de Ohm:

100

– V

)mV

sis

100 µA

100

– V

) x 10 Ω

O valor de R

sis

é ajustado no potenciômetro de 10 voltas (Control

Resistance Fluid) do aparelho (Figura 10) de forma que (segundo o esquema

eletrônico da Figura 11) se acrescente, automática e permanentemente, ao siste-

ma, uma queda de tensão antagônica para compensar a queda de tensão causada

pela resistência intrínseca do sistema, de forma que as leituras de corrente feitas

a partir deste ajuste sejam as da corrente que realmente precisa ser fornecida pa-

ra fixar a voltagem do fragmento de tecido na ddp desejada.

Figura 10 – Aparelho Fixador de Voltagem

A foto acima mostra o potenciômetro de 10 voltas (CRF), o qual faz a compen-

sação da R

sis

, que corresponde, na Figura 11, à letra R. Observa-se ainda os viso-

res do milivoltímetro (mV) e do microamperímetro (µA), cujos valores apresen-

tados evidenciam que o sistema está gerando uma ddp de –0,5 mV e que a cor-

rente necessária para anular a ddp gerada pelo tecido é de –35 µA, sendo estes

valores ajustados em Vfix.

CRF

Vfix

Figura 11 – Circuito Esquemático do Fixador de Voltagem com Compensação de R

sis

Os triângulos com a letra A em seu interior representam os amplificadores ope-

racionais que têm a propriedade de comparar os potenciais das suas entradas (+

e −) sem consumir as correntes da preparação. A ddp gerada entre os lados

MU-

COSO

e SEROSO, e transmitida para o amplificador via eletrodos de calomelano, é

observada em mV e é também a entrada negativa (−) do segundo amplificador; a

entrada positiva (+) deste último está ligada a um divisor de tensão (Vfix), o

qual nos permite ajustar uma ddp antagônica àquela gerada pela preparação e

pelo sistema, promovendo assim uma corrente (i

) observada no µA. O terceiro

amplificador alimenta um transistor (T), cujo funcionamento é função de R, que

por sua vez é proporcional à resistência do sistema (R

sis

); o transistor gera uma

ddp igual e antagônica àquela do potencial de i

. R

sis

, eliminando-a de futuras

leituras.

8. Soluções Perfusoras

A composição da solução de Ringer usada em todos os experimen-

tos seguiu a recomendação dada por Field (1971a), tendo as seguintes concen-

trações em mM: Na

= 145, K

= 4,6, Ca

= 3,4, Mg

= 0,8, Cl

−

= 119, SO

−−

0,8 e HCO

−

= 25. Todos os componentes da solução foram fornecidas pela

Sigma Chemical Co., St. Louis, MA, USA.

Para cada experimento, era feito um litro de Ringer com a composi-

ção mM acima citada. Após a mistura dos componentes, a solução era borbulha-

da durante 15 min. com mistura carbogênica (95% O

+ 5% CO

), fornecida pela

White Martins Gases Industriais do Nordeste S. A., Fortaleza, CE. Em seguida,

ajustou-se o pH pata 7,4 com peagâmetro Beckman-32 da Beckman Instruments

Inc., Fullerton, CA, USA, e adicionava-se solução de HCl 1N o quanto necessá-

rio.

Para a confecção das pontes de agar, tomou-se 50 ml de Ringer, ao

qual adiciona-se 2,4 g de agar (Sigma Chemical Co.) e coloca-se em banho-

maria por 30 min.

Da solução salina acima descrita, tomou-se duas porções de 200 ml:

à uma porção adiciona-se 180 mg de D-(+)-Glicose (Sigma Chemical Co.), que

será empregada para perfundir o lado seroso do fragmento de intestino, e à outra

porção, adiciona-se 182,2 mg de D-Manitol (Sigma Chemical Co.), sendo esta

empregada na perfusão do lado mucoso.

9. Substratos Utilizados nos Experimentos

- D-Glicose Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, USA;

- L-Glutamina Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, USA;

- L-Alanina Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, USA;

- Glicina Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, USA;

- Alanil-glutamina Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, USA;

10. Fase Experimental

10.1. Período de Estabilidade

Estando os fragmentos de tecido devidamente montados, pontes e

eletrodos corretamente ligados ao fixador de voltagem/registrador, as prepara-

ções (total de 8 câmaras) são então perfundidas com suas respectivas soluções

(Ringer-Manitol do lado mucoso e Ringer-Glicose do lado seroso), por um perí-

odo de 30 min., anotando-se, a intervalos de 10 min., as leituras de ddp e corren-

te, com o objetivo de observar-se a tendência de estabilização da preparação ou

se o fragmento de tecido foi lesado, caso em que será imediatamente substituído.

Vale salientar que o fixador de voltagem é ajustado para apresentar

uma leitura no milivoltímetro igual àquela do ddp do sistema. Vale ressaltar

também que câmaras montadas com fragmentos de tecido anatomicamente con-

tíguos podem apresentar uma razoável variação nas leituras de corrente e ddp,

discrepância esta explicada pela não homogeneidade na montagem das câmaras

(erro do operador) quando um fragmento pode ser mais ou menos distendido do

que outro (SCHULTZ & ZALUSKY, 1964).

10.2. Período de Adição de Substratos

Foram realizados seis conjuntos de experimentos (ou seja, seis

substratos diferentes). Cada conjunto constituiu-se de quatro grupos de experi-

mentos, com quatro animais diferentes para cada substrato. Cada grupo compu-

nha-se de oito câmaras, sendo quatro para alças de jejuno e quatro para as do

íleo. Em cada um destes subgrupos, duas câmaras eram destinadas para controle.

Após os 30 min. do período de estabilidade, procedeu-se a adição de 100 µl de

substrato na seqüência do menos concentrado para o mais concentrado e de for-

ma cumulativa, tanto nas câmaras controle como nas pré-incubadas com toxina.

Após a última coleta de dados, foi adicionada a solução perfusora (200 µl de

Teofilina a 10x10

-3

M) do lado seroso com a finalidade de testar a estabilidade

elétrica dos fragmentos de tecido, durante 30 min., observa-se se não ocorre uma

sobrecarga de corrente, e no caso disso ocorrer, os resultados desta câmara serão

descartados.

11. Tratamento Estatístico

Os valores tabelados nas planilhas que constituem os anexos 2 a 11

tiveram suas médias e respectivos erro padrão da média (epm) calculados pelo

programa Microsoft® Excel 97. A comparação entre médias do mesmo grupo de

experimentos teve sua significância avaliada pelo emprego do teste t de Student

para amostras pareadas. Entre grupos diferentes, e com n diferente, foi usado o

teste t de Student não-pareado. Consideramos como estatisticamente significati-

vo valores com p < 0,05, mas expressamos o valor real obtido no cálculo de sig-

nificância.

RESULTADOS

1. Ação da Glicose sobre Jejuno

Os valores fornecidos pela Tabela 4 mostram que a adição cumula-

tiva de glicose na preparação controle (não pré-incubada com toxina) gerou um

aumento significativo da corrente de curto-circuito (i

), com um ∆i

= 64,2 ±

12,1 µA/cm

(p < 0,01 – teste t pareado). A partir deste momento, ∆i

é definido

como a diferença entre o valor de i

correspondente à concentração final acumu-

lada de substrato e o valor da corrente basal (concentração de substrato). Nas

preparações pré-incubadas com toxina, o valor basal (Dose M = 0) da i

é signi-

ficativamente maior que o valor basal do grupo controle (cerca de 2,1 vezes, p <

0,01 – teste t não-pareado). A adição cumulativa de glicose só provocou aumen-

to na i

na última dose. Na Figura 12 estão representadas as curvas dose-

resposta para os dois grupos (controle e toxina). O teste para dados não-pareados

mostra que no início as duas curvas são significativamente diferentes (p < 0,01),

mas tendem a convergir para um ponto comum à medida que a dose aumenta.

A diferença de potencial transepitelial (V

) aumenta no grupo con-

trole progressiva e significativamente com a adição de glicose (∆V

= 1,5 ± 0,3

mV, p < 0,01 – teste t pareado). A partir deste momento, ∆V

é definido de

forma semelhante a ∆i

. No grupo toxina, a V

basal é mais que o dobro do

controle (2,3 vezes, p < 0,05 – teste t não-pareado) e também cresce significati-

vamente com a adição cumulativa de glicose (∆V

= 1,7 ± 0,2 mV, p < 0,01 –

teste t pareado), conforme pode ser visto na Figura 13.

As resistências transepiteliais (R

) dos grupos controle e toxina

entre si (Figura 14) não mostram inicialmente uma ∆R

significativa, mas a a-

dição subseqüente de glicose aumenta esta diferença, tanto que na dose final ela

é significativa (p < 0,02 – teste t pareado). A partir deste momento, definimos

∆R

de forma análoga àquela de ∆V

e ∆i

. O grupo controle mostra um com-

portamento constante.

Tabela 4 – Resultados da Ação da Glicose sobre Jejuno no Grupo Controle (n = 6)

e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 7). Sumário dos valores dos Anexos 2 e 3.

GLICOSE sobre JEJUNO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

40,5 ± 4,9 83,7 ± 11,5 1,1 ± 0,2 2,5 ± 0,5 25,3 ± 2,8 33,1 ± 6,5

1 x 10

-5

48,2 ± 3,9 82,4 ± 8,9 1,3 ± 0,2 3,3 ± 0,4 26,8 ± 1,9 42,7 ± 6,2

6 x 10

-5

57,7 ± 3,6 79,0 ± 7,6

− − − −

1,6 x 10

-4

67,0 ± 4,4 82,1 ± 7,2 1,9 ± 0,2 3,9 ± 0,4 29,0 ± 3,6 48,0 ± 5,1

6,6 x 10

-4

83,5 ± 7,5 87,9 ± 7,4

− − − −

1,6 x 10

-3

104,7 ± 12,3 104,6 ± 12,0 2,5 ± 0,3 4,2 ± 0,3 25,8 ± 4,6 42,6 ± 4,3

120

150

180

Log [M] Glicose

(µA/cm

)

Controle (n = 6) Toxina (n = 7)

-5 -4 -3 -2

Figura 12 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glicose A-

dicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais di-

ferentes. * p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo con-

trole. Resultados médios ± epm.

Log [M] Glicose

(mV)

Controle (n = 6) Toxina (n = 7)

-5 -4 -3 -2

Figura 13 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais di-

ferentes. * p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resulta-

dos médios ± epm.

Log [M] Glicose

( . cm

)

Controle (n = 6) Toxina (n = 7)

-5 -4 -3 -2

Figura 14 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais di-

ferentes. * p < 0,05; ** p < 0,02; *** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação

ao grupo controle. Resultados médios ± epm.

***

2. Ação da Glicose sobre Íleo

Os valores fornecidos pela Tabela 5 mostram que a adição cumula-

tiva de glicose ao lado mucoso de fragmentos de íleo gerou um aumento da i

no grupo controle altamente significativo (∆i

= 56,7 ± 6,0 µA/cm

, p < 0,01 –

teste t pareado), enquanto que no grupo toxina observa-se que a corrente basal

(Dose M = 0) é significativamente maior (cerca do dobro) que a da corrente cor-

respondente ao grupo controle (∆i

= 62,8 ± 18,4µA/cm

, p < 0,05 – teste t não-

pareado), mas, estatisticamente, não ocorreu uma variação significativa da i

com a adição cumulativa de glicose. Contudo, a Figura 15 sugere um compor-

tamento (curva média central) decrescente.

As V

, tanto do grupo controle quanto do grupo toxina, aumenta-

ram significativamente (p < 0,01 – teste t pareado) em função da adição cumula-

tiva de glicose, além do fato de que a curva V

do grupo toxina ser significati-

vamente maior (cerca de 1,5 vezes) que aquela do grupo controle (p < 0,05 –

teste t não-pareado), conforme pode ser visto na Figura 16.

A Figura 17 mostra as curvas das R

dos dois grupos (controle e

toxina). Segundo a análise estatística, a curva do grupo controle sofreu uma re-

dução significativa (∆R

= -2,3 ± 0,9 Ω . cm

, p < 0,05 – teste t pareado) em

função da adição de glicose, enquanto que a curva do grupo toxina sofreu um

acréscimo altamente significativo (∆R

= 12,4 ± 3,3 Ω . cm

, p < 0,01 – teste t

pareado). A diferença entre os pontos das duas curvas correspondentes à dose

máxima cumulativa é também muito significativa (∆R

= 13,6 ± 4,0 Ω . cm

, p

< 0,05), evidenciando a nítida diferença de comportamento entre o tecido pré-

incubado com toxina daquele sadio.

Tabela 5 – Resultados da Ação da Glicose sobre Íleo no Grupo Controle (n = 6)

e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 6). Sumário dos valores dos Anexos 4 e 5.

GLICOSE sobre ÍLEO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

69,0 ± 13,7 119,3 ± 22,5 2,0 ± 0,4 2,9 ± 0,4 29,0 ± 2,3 28,1 ± 4,0

1 x 10

-5

65,5 ± 11,8 105,4 ± 17,9 1,9 ± 0,3 3,1 ± 0,5 28,8 ± 2,1 31,3 ± 4,6

6 x 10

-5

69,0 ± 10,2 103,4 ± 14,5

− − − −

1,6 x 10

-4

78,2 ± 10,1 104,1 ± 10,9 2,2 ± 0,3 3,7 ± 0,2 28,2 ± 2,3 38,6 ± 4,7

6,6 x 10

-4

91,0 ± 9,5 103,3 ± 7,8

− − − −

1,6 x 10

-3

125,7 ± 13,1 121,0 ± 9,9 3,3 ± 0,2 4,6 ± 0,3 27,0 ± 2,5 40,6 ± 5,0

120

150

180

Log [M] Glicose

(µA/cm

)

Controle (n = 6) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3

-2

Figura 15 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glicose A-

dicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Distal.

O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais diferentes. Re-

sultados médios ± epm.

Log [M] Glicose

(mV)

Controle (n = 6) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3 -2

Figura 16 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Dis-

tal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais diferentes.

* p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Re-

sultados médios ± epm.

Log [M] Glicose

( . cm

)

Controle (n = 6) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3

-2

Figura 17 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glicose

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Dis-

tal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais diferentes.

* p < 0,05 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resultados mé-

dios ± epm.

3. Comparação entre os Resultados da Ação da Glicose sobre

Jejuno e sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina

1) As correntes basais do grupo controle do jejuno são significati-

vamente diferentes (p < 0,05 – teste t não-pareado) das correntes

basais do grupo controle do íleo (íleo > jejuno) ;

2) O aumento de corrente (∆i

) provocado pela adição de glicose

no grupo controle do jejuno (64,2 ± 13,5 µA/cm

) não é signifi-

cativamente diferente do correspondente acréscimo provocado

no íleo (56,7 ± 15,2 µA/cm

);

3) As correntes basais do grupo pré-incubado com toxina não são

estatisticamente diferentes quando comparamos o jejuno com o

íleo, mas, há uma forte tendência de que a ação da toxina no íleo

seja maior que no jejuno;

4) A adição cumulativa de glicose no jejuno do grupo pré-incubado

com toxina provocou um aumento não significativo de corrente

(∆i

= 20,9 ± 10,2 µA/cm

), no entanto, houve aumento signifi-

cativo (174%, p < 0,01 – teste t pareado) dessa corrente no gru-

po controle, sugerindo que a presença da toxina reduz a absorção

de glicose. No íleo, a variação de corrente como função da adi-

ção de glicose é estatisticamente nula, e neste caso, a ação da to-

xina bloqueou ou mascarou a absorção da glicose mais intensa-

mente que no jejuno;

5) A R

no íleo pré-incubado com toxina foi, dentre os quatro

grupos, a única que aumentou significativamente (∆R

= 12,4 ±

3,3 Ω . cm

, p < 0,01 – teste t pareado) em função da adição de

glicose.

4. Ação da Glutamina sobre Jejuno

Os valores fornecidos pela Tabela 6 mostram que a adição cumula-

tiva de glutamina ao lado mucoso dos fragmentos de jejuno no grupo controle

provocou um aumento gradual e significativo da i

(∆i

= 54,8 ± 19,1 µA/cm

p < 0,05 – teste t pareado). No grupo toxina, o valor médio basal é significati-

vamente maior (cerca de 85%) que o seu correspondente no grupo controle, mas,

a variação de corrente (∆i

= 30,3 ± 18,1 µA/cm

) não é considerada um acrés-

cimo estatisticamente significativo. Contudo, a curva deste grupo em seus valo-

res médios centrais tende a uma ascensão a partir da penúltima dose, como pode

ser visto na Figura 18.

Quanto às V

(Figura 19), o grupo controle mostra uma significa-

tiva elevação em função da dose (∆V

= 1,7 ± 0,5 mV, p < 0,05 – teste t parea-

do), sendo mais significativo ainda o incremento no grupo toxina (∆V

= 2,2 ±

0,1 mV, p < 0,001 – teste t pareado).

Estatisticamente, a R

do grupo controle é constante, ou seja, seu

∆R

= 6,8 ± 7,4 Ω . cm

. Já para o grupo toxina, a diferença entre o valor cor-

respondente à última dose e o basal é ∆R

= 17,0 ± 4,4 Ω . cm

(p < 0,01 – teste

t pareado) (Figura 20). Portanto, a adição de glutamina não alterou a resistência

do tecido sadio, mas aumentou a mesma no tecido pré-incubado com toxina de

cólera.

Tabela 6 – Resultados da Ação da Glutamina sobre Jejuno no Grupo Controle (n = 4)

e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 6). Sumário dos valores dos Anexos 6 e 7

GLUTAMINA sobre JEJUNO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

47,5 ± 9,7 87,5 ± 12,9 1,2 ± 0,3 2,1 ± 0,1 23,0 ± 2,2 26,5 ± 4,1

1 x 10

-5

48,5 ± 10,8 79,2 ± 6,6 1,2 ± 0,4 2,7 ± 0,2 24,3 ± 3,2 35,0 ± 4,7

6 x 10

-5

59,5 ± 17,0 82,2 ± 8,9

− − − −

1,6 x 10

-4

70,5 ± 20,2 83,8 ± 11,7 1,9 ± 0,5 3,3 ± 0,3 26,5 ± 4,9 42,2 ± 6,0

6,6 x 10

-4

85,3 ± 22,0 92,5 ± 14,2

− − − −

1,6 x 10

-3

102,3 ± 20,9 117,8 ± 20,8 2,9 ± 0,7 4,3 ± 0,3 29,8 ± 8,9 43,5 ± 7,2

120

150

180

Log [M] Glutamina

(µA/cm

)

Controle (n = 4) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3 -2

Figura 18 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glutamina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais di-

ferentes. * p < 0,05 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resulta-

dos médios ± epm.

Log [M] Glutamina

(mV)

Controle (n = 4) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3 -2

Figura 19 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glutami-

na Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jeju-

no Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais

diferentes. * p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo

controle. Resultados médios ± epm.

Log [M] Glutamina

( . cm

)

Controle (n = 4) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3 -2

Figura 20 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glutami-

na Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jeju-

no Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais

diferentes. Resultados médios ± epm.

5. Ação da Glutamina sobre Íleo

Os valores fornecidos pela Tabela 7 mostram que a adição cumula-

tiva de glutamina ao lado mucoso de fragmentos de íleo distal provocou um in-

cremento altamente significativo da i

no grupo controle (∆i

= 44,0 ± 9,2

µA/cm

, p < 0,01 – teste t pareado). No grupo toxina, a adição cumulativa de

glutamina gerou um ∆i

significativo (30,8 ± 10,1 µA/cm

, p < 0,05 – teste t

pareado). Estes valores foram obtidos analisando-se individualmente cada curva

da Figura 21, pois apenas o ponto inicial de cada curva (correspondente à dose

0) é significativamente diferente (p < 0,05 – teste t não-pareado), ou seja, os

demais pontos são estatisticamente semelhantes, apesar de ambas as curvas mos-

trarem tendência de ascensão.

As curvas mostradas na Figura 22 retratam a variação das V

. Tan-

to o grupo controle quanto o grupo toxina obtiveram um crescimento significati-

vo (p < 0,01 – teste t pareado) em função da adição de glutamina. Contudo,

quando as duas curvas são analisadas em conjunto, elas não são estatisticamente

diferentes.

As R

de ambos os grupos não variaram significativamente em

função da adição de glutamina, se analisadas individualmente; e em conjunto,

elas são consideradas estatisticamente semelhantes, como pode ser visto na Fi-

gura 23.

Tabela 7 – Resultados da Ação da Glutamina sobre Íleo no Grupo Controle (n = 8)

e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 5). Sumário dos valores dos Anexos 8 e 9.

GLUTAMINA sobre ÍLEO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

49,0 ± 6,1 74,8 ± 6,1 1,9 ± 0,5 2,6 ± 0,5 35,9 ± 7,2 37,2 ± 8,5

1 x 10

-5

60,0 ± 9,0 74,2 ± 3,4 2,2 ± 0,5 2,9 ± 0,7 37,6 ± 7,7 39,8 ± 8,2

6 x 10

-5

64,1 ± 8,4 74,6 ± 3,5

− − − −

1,6 x 10

-4

64,9 ± 7,5 80,6 ± 4,0 2,7 ± 0,6 3,1 ± 0,7 42,6 ± 9,2 40,2 ± 9,5

6,6 x 10

-4

78,3 ± 7,8 87,6 ± 6,7

− − − −

1,6 x 10

-3

93,0 ± 11,4 105,6 ± 15,7 3,8 ± 0,7 3,9 ± 0,5 46,9 ± 10,6 38,2 ± 9,1

120

150

180

Log [M] Glutamina

(µA/cm

)

Controle (n = 8) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 21 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glutamina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Dis-

tal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais diferentes.

* p < 0,05 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resultados mé-

dios ± epm.

Log [M] Glutamina

(mV)

Controle (n = 8) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 22 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glutami-

na Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo

Distal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais dife-

rentes. Resultados médios ± epm.

Log [M] Glutamina

( . cm

)

Controle (n = 8) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 23 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glutami-

na Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo

Distal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais dife-

rentes. Resultados médios ± epm.

6. Comparação entre os Resultados da Ação da Glutamina so-

bre Jejuno e sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina

1) As correntes basais e finais dos grupos controles no jejuno e no

íleo não são significativamente diferentes;

2) As correntes basais e finais dos grupos toxina no jejuno e no íleo

não são significativamente diferentes;

3) A adição de glutamina nos grupos controles tanto do jejuno

quanto do íleo provocou acréscimos significativos da i

;

4) A adição de glutamina nos grupos pré-incubados com toxina

provocou no jejuno uma variação de corrente estatisticamente

não significativa, mas no íleo, o aumento de corrente em função

da dose cumulativa foi bastante significativo;

5) As diferenças de potenciais basais e finais para os grupos contro-

les no jejuno e no íleo não são significativamente diferentes;

6) As diferenças de potenciais basais e finais para os grupos toxina

no jejuno e no íleo não são significativamente diferentes;

7) As R

dos grupos controles no jejuno e no íleo não são signifi-

cativamente diferentes;

8) As R

dos grupos toxina no jejuno e no íleo não são significati-

vamente diferentes.

7. Ação da Alanina sobre Jejuno

Os valores fornecidos pela Tabela 8 mostram que a adição cumula-

tiva de alanina ao lado mucoso de fragmentos de jejuno proximal no grupo con-

trole gerou uma curva cujos três primeiros pontos, inclusive o basal (sem subs-

trato), não são significativamente diferentes, mas o três seguintes diferenciavam-

se de forma significativa (p < 0,01 – teste t não-pareado); estes pontos geraram

uma curva sigmoidal que quase atingiu o Vmax. O grupo toxina mostrou uma

discreta tendência de aumento somente a partir da 3

dose; o número excessiva-

mente pequeno de amostras prejudicou sobremaneira os resultados finais (Figura

24).

As curvas que mostram o estabelecimento da V

são significati-

vamente diferentes (p < 0,05 – teste t pareado) entre si, tendo o grupo controle

apresentado um incremento global de 130%, com uma significância de p < 0,001

(teste t pareado), enquanto que a V

do grupo toxina também cresceu significa-

tivamente (p < 0,05 – teste t pareado), para um valor final da ordem de cerca de

150% acima do valor basal, em função da adição de substrato (Figura 25).

As R

mostraram, no grupo controle, um súbito incremento, mas

estatisticamente não significativo; que interpretamos como um erro de leitura ou

flutuação do aparelho e a diferença entre as respostas para o basal e a dose má-

xima pode ser considerada nula (∆R

= -0,6 ± 2,4 Ω . cm

). No grupo toxina,

ocorreu um significativo aumento de resistência (36,5% acima do valor basal,

com um ∆R

= 10,7 ± 1,7 Ω . cm

, p < 0,01 – teste t pareado) quando adicio-

namos a alanina (Figura 26).

Tabela 8 – Resultados da Ação da Alanina sobre Jejuno no Grupo Controle (n = 3)

e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 3). Sumário dos valores dos Anexos 10 e 11.

ALANINA sobre JEJUNO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

66,7 ± 12,4 57,7 ± 10,3 1,0 ± 0,0 1,6 ± 0,1 16,0 ± 3,5 29,3 ± 5,2

1 x 10

-5

68,0 ± 14,8 64,3 ± 7,2 1,1 ± 0,0 2,0 ± 0,4 22,3 ± 5,2 31,0 ± 4,7

6 x 10

-5

75,7 ± 13,5 74,3 ± 7,9

− − − −

1,6 x 10

-4

90,7 ± 11,4 81,3 ± 10,2 1,6 ± 0,2 2,8 ± 0,3 18,3 ± 4,8 35,0 ± 4,0

6,6 x 10

-4

147,3 ± 7,8 94,3 ± 14,5

− − − −

1,6 x 10

-3

170,0 ± 7,3 104,0 ± 17,1 2,3 ± 0,0 4,1 ± 0,3 15,3 ± 2,4 40,0 ± 3,5

120

150

180

210

Log [M] Alanina

(µA/cm

)

Controle (n = 3) Toxina (n = 3)

-5 -4 -3 -2

Figura 24 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com três animais dife-

rentes. * p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resultados

médios ± epm.

Log [M] Alanina

(mV)

Controle (n = 3) Toxina (n = 3)

-5 -4 -3 -2

Figura 25 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com três animais dife-

rentes. * p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo contro-

le. Resultados médios ± epm.

Log [M] Alanina

( . cm

)

Controle (n = 3) Toxina (n = 3)

-5 -4 -3 -2

Figura 26 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com três animais dife-

rentes. * p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo contro-

le. Resultados médios ± epm.

8. Ação da Alanina sobre Íleo

A curva dose-resposta da Figura 27 para o grupo controle mostra

um crescimento significativo já a partir da 1

dose de alanina, com um ∆i

35,3 ± 9,5 µA/cm

(p < 0,05 – teste t pareado). Já no grupo toxina, a tendência

da sua curva é de um crescimento muito mais lento, com uma menor diferença

da i

entre seus pontos extremos em função da adição de alanina (∆i

= 19,7 ±

5,5 µA/cm

). Contudo, do ponto de vista estatístico, esta duas médias não podem

ser consideradas significativamente diferentes.

A variação de V

no grupo controle é significativa (∆V

= 0,9 ±

0,2 mV, p < 0,05 – teste t pareado). Já no grupo toxina, a diferença entre os pon-

tos extremos não pode ser considerada significativa (teste t pareado). Quanto à

diferença entre as duas curvas individualmente, seus valores basais são foram

significativamente diferentes, mas seus pontos extremos têm uma significativa

diferença (p < 0,05 – teste t pareado) (Figura 28)

A análise dos dados das R

evidenciadas na Figura 29, e sumariza-

das na Tabela 9, mostraram que no grupo controle não ocorreu variação signifi-

cativa com a adição de alanina e seu gráfico tende a uma reta paralela ao eixo

das abcissas ∆R

≅ 0. Também para o grupo toxina, não ocorreu variação signi-

ficativa, podendo-se observar, no entanto, uma tendência a aumento da R

com

o aumento das doses. O teste t pareado mostrou que as duas curvas de R

não

são significativamente diferentes.

Tabela 9 – Resultados da Ação da Alanina sobre Íleo no Grupo Controle (n = 3) e

no Grupo com Toxina de Cólera (n = 3). Sumário dos valores dos Anexos 12 e 13.

ALANINA sobre ÍLEO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

79,7 ± 25,4 113,0 ± 3,2 1,5 ± 0,3 2,6 ± 0,3 21,7 ± 5,7 23,7 ± 3,4

1 x 10

-5

69,7 ± 15,8 119,7 ± 8,2 1,4 ± 0,2 3,1 ± 0,3 22,7 ± 5,8 26,7 ± 4,3

6 x 10

-5

76,7 ± 15,3 122,0 ± 11,5

− − − −

1,6 x 10

-4

77,7 ± 16,8 125,7 ± 10,3 1,6 ± 0,3 3,6 ± 0,0 21,7 ± 4,4 28,3 ± 2,7

6,6 x 10

-4

89,3 ± 16,6 126,7 ± 4,7

− − − −

1,6 x 10

-3

115,0 ± 19,1 132,7 ± 2,3 2,3 ± 0,3 4,3 ± 0,4 21,3 ± 3,4 32,0 ± 3,2

120

150

180

Log [M] Alanina

(µA/cm

)

Controle (n = 3) Toxina (n = 3)

-5 -4

-3 -2

Figura 27 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Dis-

tal. O n corresponde ao número de experimentos com três animais diferentes. *

p < 0,05 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resultados médios

± epm.

Log [M] Alanina

(mV)

Controle (n = 3) Toxina (n = 3)

-5 -4 -3 -2

Figura 28 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Dis-

tal. O n corresponde ao número de experimentos com três animais diferentes. *

p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resul-

tados médios ± epm.

Log [M] Alanina

( . cm

)

Controle (n = 3) Toxina (n = 3)

-5 -4 -3 -2

Figura 29 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Alanina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Dis-

tal. O n corresponde ao número de experimentos com três animais diferentes. *

p < 0,05 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resultados médios

± epm.

9. Comparação entre os Resultados da Ação da Alanina sobre

Jejuno e sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina

1) As correntes basais dos grupos controles (sem toxina) são seme-

lhantes tanto no jejuno como no íleo;

2) As correntes correspondentes às doses máximas são significati-

vamente maiores no jejuno do que no íleo;

3) As correntes basais (dose 0) nos grupos toxina são significati-

vamente maiores no íleo do que no jejuno;

4) A adição de alanina nos grupos toxina não tornou significativa-

mente diferente a resposta máxima no íleo daquela no jejuno,

mas a razão entre as correntes correspondentes à dose máxima e

à dose 0 são muito diferentes;

104,0 132,7

Jejuno →

52,7

= 1,82 ± 0,1

Íleo →

113,0

= 1,18 ± 0,05

5) A V

sem a presença de substrato (situação basal, dose 0) no je-

juno e no íleo dos grupos controles não é significativamente di-

ferente, e a adição de substrato (alanina) não modifica esta situa-

ção;

6) A V

sem a presença de substrato (situação basal, dose 0) no í-

leo dos grupos toxina é significativamente maior do que no jeju-

no (p < 0,05 – teste t não-pareado);

7) A adição de substrato (alanina) nos grupos toxina não manteve a

diferença dos valores basais, pois os V

correspondentes à dose

máxima não são significativamente diferentes;

8) As R

dos grupos controles, tanto no jejuno como no íleo, não

possuem diferença significativa, quer entre os valores basais

(sem substrato) quer entre os valores correspondentes à dose

máxima, e ainda entre os basais e os máximos de cada segmento

intestinal.

10. Ação da Glicina sobre Jejuno

Os valores fornecidos pela Tabela 10 mostram que a adição cumu-

lativa de glicina ao lado mucoso de fragmentos de jejuno proximal no grupo

controle (não pré-incubado com toxina) provocou um aumento significativo

(∆i

= 38,5 ± 6,2 µA/cm

, p < 0,01 – teste t pareado) da i

. A diferença entre o

valor basal da i

do grupo toxina e o seu correspondente no grupo controle é de

cerca de 150% maior (p < 0,05). Contudo, o grupo toxina não demonstrou ne-

nhum crescimento estatisticamente significativo como resposta à adição cumula-

tiva do substrato (∆i

= 5,7 ± 10,9 µA/cm

), mas apresentou forte tendência à

constância, como pode ser visto na Figura 30.

A V

do grupo controle mostrou um crescimento altamente signi-

ficativo (∆V

= 1,7 ±0,1 mV, p < 0,001 – teste t pareado) em função da adição

de substrato, semelhante ao que ocorreu com o grupo toxina, com um ∆V

1,4 ±0,4 mV (p < 0,05 – teste t pareado). Vale salientar que enquanto no grupo

controle o percentual de aumento foi de 212%, no grupo toxina este percentual

foi de apenas 56% (Figura 31).

Os dados relativos à R

mostraram que as curvas da Figura 32 não

são estatisticamente diferentes. Contudo, seus valores centrais mostram que o

grupo toxina tende a valores maiores que o controle.

Tabela 10 – Resultados da Ação da Glicina sobre Jejuno no Grupo Controle (n = 4)

e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 6). Sumário dos valores dos Anexos 14 e 15.

GLICINA sobre JEJUNO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

32,0 ± 9,6 80,8 ± 13,3 0,8 ± 0,1 2,7 ± 0,2 29,3 ± 5,3 34,8 ± 4,7

1 x 10

-5

43,3 ± 12,6 84,2 ± 8,4 1,2 ± 0,1 3,3 ± 0,4 30,3 ± 4,5 39,8 ± 3,4

6 x 10

-5

51,0 ± 12,2 84,7 ± 7,7

− − − −

1,6 x 10

-4

60,8 ± 9,9 86,7 ± 7,9 1,8 ± 0,1 3,6 ± 0,5 31,0 ± 3,5 43,7 ± 7,1

6,6 x 10

-4

67,5 ± 8,9 86,7 ± 8,4

− − − −

1,6 x 10

-3

70,5 ± 7,1 86,5 ± 8,6 2,5 ± 0,1 3,9 ± 0,4 35,8 ± 2,8 46,3 ± 7,2

120

150

180

Log [M] Glicina

(µA/cm

)

Controle (n = 4) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3 -2

Figura 30 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glicina A-

dicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais di-

ferentes. * p < 0,05 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resulta-

dos médios ± epm.

Log [M] Glicina

(mV)

Controle (n = 4) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3 -2

Figura 31 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais di-

ferentes. * p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo con-

trole. Resultados médios ± epm.

Log [M] Glicina

( . cm

)

Controle (n = 4) Toxina (n = 6)

-5 -4 -3 -2

Figura 32 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Jejuno

Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais di-

ferentes. Resultados médios ± epm.

11. Ação da Glicina sobre Íleo

Os valores fornecidos pela Tabela 11 mostram que a adição cumu-

lativa de glicina ao lado mucoso de fragmentos de íleo distal no grupo controle

provoca um crescimento significativo (∆i

= 25,2 ± 6,0µA/cm

, p < 0,01 – teste

t pareado) da i

(52% acima da basal). Já no grupo toxina, o valor basal da i

(que é cerca de 130% maior que o seu correspondente no grupo controle) tem

seu crescimento com a adição de substrato estatisticamente nulo (∆i

= 0,4 ±

9,1µA/cm

), sendo na prática uma reta paralela ao eixo das abscissas (Figura

33).

A adição cumulativa de glicina ao íleo do grupo controle causou um

aumento significativo (∆V

= 0,8 ± 0,3 mV, p < 0,05 – teste t pareado) da V

(67% acima da basal). Já no grupo toxina, além da ocorrência de um incremento

significativo (∆V

= 1,1 ± 0,3 mV, p < 0,01 – teste t pareado) correspondendo a

33% acima do valor basal (o que pode ser visto na Figura 34), o teste t não-

pareado indicou que as duas curvas são significativamente diferentes entre si.

A R

no grupo controle não variou estatisticamente falando. Já no

grupo toxina, ocorreu um aumento significativo (p < 0,05 – teste t pareado),

mostrando uma diferença entre valores correspondentes à dose máxima adicio-

nada e à dose basal de um ∆R

= 9,8 ± 2,7 Ω . cm

, o que equivale a 30% de

elevação (Figura 35). O teste t de Student não-pareado indica não haver diferen-

ça estatística entre as duas curvas.

Tabela 11 – Resultados da Ação da Glicina sobre Íleo no Grupo Controle (n = 5) e

no Grupo com Toxina de Cólera (n = 5). Sumário dos valores dos Anexos 16 e 17.

GLICINA sobre ÍLEO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

47,8 ± 5,0 111,2 ± 9,1 1,4 ± 0,2 3,6 ± 0,6 34,4 ± 2,1 32,2 ± 4,2

1 x 10

-5

52,0 ± 7,4 115,4 ± 6,1 1,5 ± 0,1 4,2 ± 0,5 30,2 ± 4,8 35,6 ± 5,2

6 x 10

-5

52,6 ± 4,3 115,6 ± 5,6

− − − −

1,6 x 10

-4

62,2 ± 8,1 114,2 ± 6,1 1,7 ± 0,2 4,6 ± 0,4 31,2 ± 6,6 40,2 ± 5,0

6,6 x 10

-4

66,2 ± 8,6 112,2 ± 6,1

− − − −

1,6 x 10

-3

73,0 ± 9,6 111,6 ± 6,7 2,2 ± 0,2 4,8 ± 0,4 35,4 ± 8,7 42,0 ± 3,8

120

150

180

Log [M] Glicina

(µA/cm

)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 33 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Glicina A-

dicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Distal.

O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais diferentes. * p

< 0,01; ** p < 0,005 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resul-

tados médios ± epm.

****

Log [M] Glicina

(mV)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 34 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Dis-

tal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais diferentes.

* p < 0,01; ** p < 0,005 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Re-

sultados médios ± epm.

Log [M] Glicina

( . cm

)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5

-4 -3 -2

Figura 35 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Glicina

Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos de Íleo Dis-

tal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais diferentes.

Resultados médios ± epm.

12. Comparação entre os Resultados da Ação da Glicina sobre

Jejuno e sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina

1) As correntes de curto-circuito basais (dose 0) no jejuno e no íleo

são estatisticamente iguais, mas há uma discreta tendência de e-

levação no íleo;

2) A adição cumulativa de glicina nos grupos controles provocou

uma elevação significativa da corrente tanto no jejuno como no

íleo, mas estatisticamente iguais, embora o jejuno mostre uma

tendência para mais;

3) Nos grupos toxina, os valores basais de i

são significativamen-

te superiores (p < 0,05 – teste t pareado) no íleo se comparados

ao jejuno, o que nos leva a crer que a ação da toxina no íleo seja

mais eficaz que no jejuno;

4) A adição cumulativa de glicina nos grupos toxina, tanto no jeju-

no como no íleo, não provocou nenhuma alteração na i

, o que

equivale a uma absorção nula.

13. Ação da Alanil-Glutamina sobre Jejuno

Os valores fornecidos pela Tabela 12 mostram que a adição cumu-

lativa de alanil-glutamina ao lado mucoso de fragmentos de jejuno proximal no

grupo controle causou uma elevação na i

bastante significativa (∆i

= 20,6 ±

6,9 µA/cm

, p < 0,05 – teste t pareado), o mesmo ocorrendo no grupo toxina,

onde a adição das doses correspondentes ao grupo controle também provocou

um acréscimo altamente significativo da i

(∆i

= 37,8 ± 7,6 µA/cm

, p < 0,01 –

teste t pareado). Contudo, a análise estatística destes dois valores evidencia o

fato de que o aumento de corrente, e por conseguinte o influxo de alanil-

glutamina, no grupo toxina, foi significativamente maior (p < 0,05 – teste t não-

pareado) que no grupo controle, conforme pode ser visto na Figura 36.

Os valores obtidos para a variação da V

nos grupos controle e to-

xina (∆V

= 1,0 ± 0,2 mV, p < 0,01, e ∆V

= 1,2 ± 0,4 mV, p < 0,05, respecti-

vamente – teste t pareado) não são estatisticamente diferentes (Figura 37).

Quanto às R

, não ocorreu variação significativa no grupo controle

(∆R

= 5,4 ± 5,4 Ω . cm

), mas ocorreu uma tendência de redução no grupo to-

xina (∆R

= 2,4 ± 5,7 Ω . cm

) (Figura 38).

Tabela 12 – Resultados da Ação da Alanil-Glutamina sobre Jejuno no Grupo Controle

(n = 5) e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 5). Sumário dos valores dos Anexos 18 e 19.

ALANIL-GLUTAMINA sobre JEJUNO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

38,2 ± 4,0 72,4 ± 8,8 1,3 ± 0,2 3,1 ± 0,4 35,8 ± 4,4 44,8 ± 6,7

1 x 10

-5

38,4 ± 3,9 72,4 ± 5,7

− − − −

3 x 10

-5

43,4 ± 6,7 75,2 ± 5,5 1,6 ± 0,2 3,8 ± 0,4 37,4 ± 8,9 49,8 ± 5,1

1 x 10

-4

42,8 ± 5,5 78,8 ± 6,5

− − − −

3 x 10

-4

47,4 ± 7,1 76,5 ± 4,6 2,0 ± 0,3 4,2 ± 0,3 44,0 ± 9,7 52,5 ± 3,2

1 x 10

-3

58,8 ± 10,5 105,8 ± 13,1 2,6 ± 0,1 4,4 ± 0,2 41,2 ± 9,7 42,4 ± 4,7

120

150

180

Log [M] Alanil-Glutamina

(µA/cm

)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 36 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos

de Jejuno Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro

animais diferentes. * p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo contro-

le. Resultados médios ± epm.

Log [M] Alanil-Glutamina

(mV)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 37 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos

de Jejuno Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro

animais diferentes. * p < 0,01; ** p < 0,005 (teste t não-pareado) em relação ao

grupo controle. Resultados médios ± epm.

Log [M] Alanil-Glutamina

( . cm

)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 38 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos

de Jejuno Proximal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro

animais diferentes. Resultados médios ± epm.

14. Ação da Alanil-Glutamina sobre Íleo

Os valores fornecidos pela Tabela 13 mostram que a adição cumu-

lativa de alanil-glutamina ao lado mucoso de fragmentos de íleo distal no grupo

controle provocou uma variação significativa (∆i

= 56,8 ± 11,7 µA/cm

) da i

enquanto que no grupo toxina (∆i

= 31,4 ± 9,7 µA/cm

, p < 0,05 – teste t pare-

ado). A Figura 39 evidencia o fato de que não há diferença estatística significa-

tiva entre as duas curvas ponto a ponto, sugerindo assim que a toxina não inter-

feriu na taxa de absorção do substrato.

A adição de alanil-glutamina nos grupos controle e toxina produziu

incrementos significativos (∆V

= 1,5 ± 0,4 mV, p < 0,05, e ∆V

= 1,6 ± 0,6

mV, p < 0,05, respectivamente – teste t pareado) nas V

(Figura 40).

A diferença de potencial basal do grupo toxina é maior que a sua

correspondente no grupo controle de forma muito significativa (p < 0,01 – teste t

não-pareado). Este fato também é observado entre os valores basais das R

, on-

de a resistência basal do grupo controle (23,8 ± 1,7 Ω . cm

) é quase a metade de

sua correspondente no grupo toxina (45,2 ± 4,9 Ω . cm

), cuja diferença é muito

significativa (p < 0,01 – teste t não-pareado). Como não há diferença significati-

va entre os valores basais das correntes de curto-circuito de ambos os grupos

(controle e toxina), fica claro que a significativa diferença entre os valores ba-

sais da V

entre os dois grupos ocorreu em decorrência do aumento de resistên-

cia provocado pela toxina.

Quanto às R

, não correram variações estatisticamente significati-

vas em função da adição cumulativa de alanil-glutamina (Figura 41).

Tabela 13 – Resultados da Ação da Alanil-Glutamina sobre Íleo no Grupo Controle (n = 5)

e no Grupo com Toxina de Cólera (n = 5). Sumário dos valores dos Anexos 20 e 21.

ALANIL-GLUTAMINA sobre ÍLEO

± epm (µA/cm

) V

± epm (mV) R

± epm (Ω . cm

)

Dose (M)

Controle Toxina Controle Toxina Controle Toxina

58,8 ± 6,5 77,6 ± 17,5 1,3 ± 0,1 3,3 ± 0,6 23,8 ± 1,7 45,2 ± 4,9

1 x 10

-5

59,4 ± 4,8 81,2 ± 18,1

− − − −

3 x 10

-5

64,0 ± 6,9 96,0 ± 22,9 1,5 ± 0,1 3,9 ± 0,6 26,2 ± 2,6 43,6 ± 5,9

1 x 10

-4

79,2 ± 11,7 99,2 ± 18,5

− − − −

3 x 10

-4

94,8 ± 12,5 100,6 ± 13,9 2,3 ± 0,3 4,8 ± 0,7 25,6 ± 1,6 49,2 ± 5,2

1 x 10

-3

115,6 ± 11,5 109,0 ± 13,9 2,8 ± 0,4 4,9 ± 0,7 23,6 ± 1,0 47,0 ± 7,7

120

150

180

Log [M] Alanil-Glutamina

(µA/cm

)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 39 – Curvas Concentração-Efeito (i

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos

de Íleo Distal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais

diferentes. Resultados médios ± epm.

Log [M] Alanil-Glutamina

(mV)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 40 – Curvas Concentração-Efeito (V

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos

de Íleo Distal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais

diferentes. * p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo

controle. Resultados médios ± epm.

Log [M] Alanil-Glutamina

( . cm

)

Controle (n = 5) Toxina (n = 5)

-5 -4 -3 -2

Figura 41 – Curvas Concentração-Efeito (R

versus Log [M]) da Alanil-

Glutamina Adicionada Cumulativamente ao Lado Mucoso de Fragmentos

de Íleo Distal. O n corresponde ao número de experimentos com quatro animais

diferentes. * p < 0,05; ** p < 0,01 (teste t não-pareado) em relação ao grupo

controle. Resultados médios ± epm.

15.

Comparação entre os Resultados da Ação da Alanil-Gluta-

mina sobre Jejuno e sobre Íleo nos Grupos Controle e Toxina

A diferença entre os acréscimos da i

(∆i

) obtidos no jejuno e no

íleo dos grupos controles foi significativa (36,2 ± 9,6 µA/cm

, p < 0,01 – teste t

não-pareado), sendo o acréscimo no íleo 2,2 ± 0,1 vezes maior que o ∆i

do je-

juno, como se o influxo de alanil-glutamina fosse mais favorável no segmento

final do intestino delgado. Nos grupos pré-incubados com toxina, os ∆i

tanto

do jejuno como do íleo não são estatisticamente diferentes. As diferenças de po-

tencial e de resistência transepiteliais (∆V

e ∆R

, respectivamente) para am-

bos os segmentos do intestino delgado não são estatisticamente diferentes.

16. Resultados Gerais das Correntes de Curto-Circuito Basais

nos Segmentos Intestinais Jejuno e Íleo com e sem a Influ-

ência da Toxina de Cólera

A Figura 42 exibe os valores médios basais das correntes de curto-

circuito (i

) do total de experimentos realizados nos dois segmentos do intestino

delgado (jejuno e íleo), tanto nos grupos controles como nos pré-incubados com

toxina de cólera. A média dos valores basais dos grupos controles do jejuno

(num total de 22 medidas) foi 43,3 ± 3,8 µA/cm

. Nos grupos pré-incubados (to-

tal de 27 medidas), o valor médio basal foi de 78,9 ± 5,4 µA/cm

. A comparação

entre estas duas médias mostra que a corrente média dos grupos pré-incubados é

significativamente maior (cerca de 1,8 vezes, p < 0,001 – teste t não-pareado)

que a sua correspondente no grupo controle.

A média dos valores basais (dose 0) dos cinco grupos controles no

íleo distal (num total de 27 medidas) foi de 58,4 ± 4,8 µA/cm

. Já nos grupos

pré-incubados (total de 25 medidas), a média das i

basais foi de 99,7 ± 8,1

µA/cm

. A razão entre os valores médios dos grupos pré-incubados e seus res-

pectivos nos grupos controles é cerca de 1,7 (muito semelhante a do jejuno que é

1,8) e estatisticamente muito significativa (p < 0,001 – teste t não-pareado).

Comparando-se os dois segmentos intestinais, constatamos que a

média das i

basais dos grupos controles do íleo é maior que a sua equivalente

no jejuno, com uma diferença de cerca de 15,1 ± 6,3 µA/cm

(p < 0,01 – teste t

não-pareado). Com relação aos valores dos grupos pré-incubados, aqueles do

íleo foram significativamente (p < 0,025 – teste t não-pareado) superiores aos do

jejuno.

100

125

150

Jejuno-Controle

Jejuno-Toxina

Íleo-Controle

Íleo-Toxina

(

A/cm

)

Figura 42 – Valores Médios Basais das Correntes de Curto-Circuito. O topo

das barras indica os valores médios basais de todos os grupos de experimentos

feitos ao longo deste trabalho. No Jejuno, a média dos valores basais dos grupos

controles (43,3 ± 3,8 µA/cm

) é significativamente diferente da média dos gru-

pos pré-incubados (78,9 ± 5,4 µA/cm

). No Íleo, a média dos valores basais dos

grupos controles (58,4 ± 4,8 µA/cm

) também é significativamente diferente da

média dos grupos pré-incubados (99,7 ± 8,1 µA/cm

). O n corresponde ao nú-

mero de experimentos com 20 animais diferentes. * p < 0,001 (teste t não-

pareado) em relação ao grupo controle. Resultados experimentais ± epm.

100

17. Resultados Gerais das Diferenças de Potencial Transepiteli-

al Basal nos Segmentos Intestinais Jejuno e Íleo com e sem a

Influência da Toxina de Cólera

A Figura 43 exibe os valores médios basais das V

do total de ex-

perimentos realizados nos dois segmentos do intestino delgado (jejuno e íleo),

tanto nos grupos controles como nos pré-incubados com toxina de cólera. A mé-

dia dos valores basais dos grupos controles do jejuno (num total de 22 medidas)

foi de 1,1 ± 0,1 mV. Nos grupos pré-incubados (total de 27 medidas), o valor

médio basal foi de 2,5 ± 0,2 mV. A comparação entre estas duas médias mostra

que o tecido pré-incubado mais que dobrou seu valor basal de forma estatistica-

mente significativa (p < 0,001 – teste t não-pareado) em relação à sua corres-

pondente no grupo controle.

Os grupos controles do íleo (num total de 27 medidas) tiveram uma

média igual a 1,7 ± 0,2 mV. Já nos grupos pré-incubados (total de 25 medidas),

o valor médio basal subiu para 3,1 ± 0,2 mV, sendo este valor (3,1 mV) quase o

dobro do seu equivalente nos grupos controles (1,7 mV). Todos estes valores são

significativamente diferentes (p < 0,001 – teste t não-pareado)

O valor médio basal dos grupos controles no íleo (1,7 ± 0,2 mV) é

estatisticamente maior (p < 0,05 – teste t não-pareado) que seu equivalente no

jejuno (1,1 ± 0,1 mV). Da mesma forma, os valores médios basais dos grupos

pré-incubados no íleo são significativamente maiores (p < 0,05 – teste t não-

pareado) que seus equivalentes no jejuno.

101

Jejuno-Controle

Jejuno-Toxina

Íleo-Controle

Íleo-Toxina

(mV)

Figura 43 – Valores Médios Basais das Diferenças de Potencial Transepite-

lial. O topo das barras indica os valores médios basais de todos os grupos de ex-

perimentos feitos ao longo deste trabalho. No Jejuno, a média dos valores basais

dos grupos controles (1,1 ± 0,1 mV) é significativamente diferente da média dos

grupos pré-incubados (2,5 ± 0,2 mV). No Íleo, a média dos valores basais dos

grupos controles (58,4 ± 4,8 µA/cm

) também é significativamente diferente da

média dos grupos pré-incubados (3,2 ± 0,2 mV). O n corresponde ao número de

experimentos com 20 animais diferentes. * p < 0,001 (teste t não-pareado) em

relação ao grupo controle. Resultados experimentais ± epm.

102

18. Resultados Gerais das Resistências Transepiteliais Basais

nos Segmentos Intestinais Jejuno e Íleo com e sem a Influ-

ência da Toxina de Cólera

A determinação das R

é feita pela passagem de uma corrente de

100,0 µA através do fragmento do tecido, provocando assim uma queda de po-

tencial tal, que a razão entre o valor desta queda e o valor do próprio pulso de

corrente (100,0 µA) fornece, de acordo com a lei de ohm, o valor da resistência

a ser medido. Caso haja um potencial de fixação diferente de zero (V

sis

≠ 0), a

resistência será obtida pela razão entre a diferença da queda de potencial provo-

cada pelo pulso de corrente e o potencial V

sis

≠ 0, e o valor do pulso de corrente

(neste caso 100,0 µA). A passagem deste pulso não causa alterações no compor-

tamento posterior do fragmento de tecido em estudo (SOARES et al., 1991).

A Figura 44 exibe os valores médios basais das R

do total de ex-

perimentos realizados nos dois segmentos do intestino delgado (jejuno e íleo),

tanto nos grupos controles como nos pré-incubados com toxina de cólera. A mé-

dia dos valores basais dos grupos controles do jejuno (num total de 22 medidas)

foi de 26,7 ± 2,0 Ω . cm

. Nos grupos pré-incubados (total de 27 medidas), o

valor médio basal foi de 33,8 ± 2,7 Ω . cm

. A comparação entre estas duas mé-

dias mostra que o tecido pré-incubado tem sua R

significativamente aumenta-

da (p < 0,05 – teste t não-pareado) em relação à sua correspondente no grupo

controle.

Os valores basais médios dos fragmentos de tecido do íleo para os

grupos controles (total de 27 medidas) e pré-incubados (total de 22 medidas)

são, respetivamente, 29,7 ± 2,4 Ω . cm

e 33,6 ± 2,7 Ω . cm

. No entanto, estes

valores não são significativamente diferentes entre si, nem tão pouco estatisti-

camente diferentes de seus equivalentes no jejuno.

O cálculo da R

a partir da razão ponto a ponto da V

e da sua

correspondente i

, forneceu, para os fragmentos do jejuno relativos aos grupos

103

controles e pré-incubados com toxina de cólera, os seguintes e respectivos valo-

res médios basais: 26,7 ± 2,0 Ω . cm

e 34,1 ± 2,7 Ω . cm

. Valores estes a serem

respectivamente comparados com aqueles obtidos pela passagem do pulso de

corrente acima citado: 26,7 ± 2,0 Ω . cm

e 33,8 ± 2,7 Ω . cm

. No íleo, a con-

cordância também é total. Valores calculados pela razão V

, cujos resultados

para os grupos controles e pré-incubados são respectivamente 29,4 ± 2,5 Ω . cm

e 33,1 ± 2,6 Ω . cm

, não têm nenhum diferença significativa daqueles obtidos

com pulso de corrente de 100,0 µA, cujos valores respectivos são 29,7 ± 2,4 Ω .

e 33,6 ± 2,7 Ω . cm

104

Jejuno-Controle

Jejuno-Toxina

Íleo-Controle

Íleo-Toxina

(

Ω

. cm

)

Figura 44 – Valores Médios Basais das Resistências Transepiteliais. O topo

das barras indica os valores médios basais de todos os grupos de experimentos

feitos ao longo deste trabalho. No J

EJUNO, a média dos valores basais dos grupos

controles foi de 26,7 ± 2,0 Ω . cm

, enquanto que a média dos grupos pré-

incubados foi de 33,8 ± 2,7 Ω . cm

. No ÍLEO, a média dos valores basais dos

grupos controles e pré-incubados foi, respectivamente, 29,7 ± 2,4 Ω . cm

e 33,6

± 2,7 Ω . cm

. O n corresponde ao número de experimentos com 20 animais di-

ferentes. * p < 0,05 (teste t não-pareado) em relação ao grupo controle. Resulta-

dos experimentais ± epm.

105

19. Resultados Comparativos Globais da Adição Cumulativa

dos Substratos Glicose, Glutamina, Alanina, Glicina e Ala-

nil-Glutamina Sobre os Segmentos Intestinais Jejuno e Íleo

com e sem a Influência da Toxina de Cólera

A Figura 45 exibe os cinco conjuntos de experimentos realizados

neste trabalho, dispostos de maneira comparativa. Nele podemos observar o in-

cremento da i

com relação a seus valores basais e em função da adição de subs-

tratos. Da mesma forma, a Figura 46 mostra as alterações causadas na V

rela-

tivo a seus valores basais em função da adição de substratos. Por último, na Fi-

gura 47, observamos as variações das R

relativas a seus valores basais em fun-

ção da adição de substratos.

106

ABCD ABCD ABCD ABCD ABCD

100

125

150

175

200

Basal

Incremento

Glicose

Glutamina

Alanina

Glicina Ala-Gln

(

A/cm

)

Figura 45 – Incremento das Correntes de Curto-Circuito com a Adição

Cumulativa de Substratos. Cada barra do gráfico acima representa o valor ba-

sal (porção inferior vazia) e o incremento da i

(porção superior preenchida)

decorrente da adição de um substrato específico, identificado na última linha do

gráfico. Cada barra nomeada A e B representa a resposta à adição do correspon-

dente substrato nos grupos controle e toxina no jejuno. Cada barra nomeada C e

D representa a equivalente resposta no íleo. Os números entre parênteses (n)

correspondem ao número total de experimentos para aquele grupo. * p < 0,05;

** p < 0,01 (teste t pareado) em relação aos valores basais. Linha vertical repre-

senta epm.

107

ABCD ABCD ABCD ABCD ABCD

Basal

Incremento

Glicose Glutamina Alanina

Glicina

Ala-Gln

(mV)

Figura 46 – Incremento das Diferenças de Potencial Transepitelial com a

Adição Cumulativa de Substratos. Cada barra do gráfico acima representa o

valor basal (porção inferior vazia) e o incremento da V

(porção superior pre-

enchida) decorrente da adição de um substrato específico, identificado na última

linha do gráfico. Cada barra nomeada A e B representa a resposta à adição do

correspondente substrato nos grupos controle e toxina no jejuno. Cada barra

nomeada C e D representa a equivalente resposta no íleo. Os números entre pa-

rênteses (n) correspondem ao número total de experimentos para aquele grupo. *

p < 0,05; ** p < 0,01; *** p < 0,001 (teste t pareado) em relação aos valores ba-

sais. Linha vertical representa epm.

108

ABCD ABCD ABCD ABCD ABCD

-10

Basal

Incremento

Glicose Glutamina Alanina Glicina Ala-Gln

(

Ω

. cm

)

Figura 47 – Incremento das Resistências Transepiteliais com a Adição Cu-

mulativa de Substratos. Cada barra do gráfico acima representa o valor basal

(porção inferior vazia) e o incremento da R

(porção superior preenchida) de-

corrente da adição de um substrato específico, identificado na última linha do

gráfico. Cada barra nomeada A e B representa a resposta à adição do correspon-

dente substrato nos grupos controle e toxina no jejuno. Cada barra nomeada C e

D representa a equivalente resposta no íleo. Os números entre parênteses (n)

correspondem ao número total de experimentos para aquele grupo. * p < 0,05;

** p < 0,01 (teste t pareado) em relação aos valores basais. Linha vertical repre-

senta epm.

109

DISCUSSÃO

A análise matemática, particularmente a estatística, pode nos ajudar

a decidir que variáveis são ou não relacionadas, bem como que espécie de equa-

ção matemática melhor traduziria as relações observadas. O problema crucial na

análise de um determinado sistema que não é quantitativamente matemático é

aquele da certeza de que uma ou mais variáveis são totalmente independentes,

totalmente dependentes, ou ainda, parcialmente dependentes ou parcialmente

independentes. Uma variável é totalmente independente caso ela não seja influ-

enciada por alguma alteração nas outras variáveis do sistema, e será totalmente

dependente caso não possa influenciar qualquer outra variável do sistema, e ain-

da, dentro de um mesmo sistema, uma variável pode ser parcialmente indepen-

dente ou parcialmente dependente caso ela possa influenciar pelo menos uma

variável deste sistema ou ser influenciada por pelo menos uma variável deste

sistema, respectivamente.

Em um sistema físico “rígido”, constituído por uma fonte de tensão

constante (V) em um resistor (R), um fluxo de corrente (i) flui através desta re-

sistência em uma relação que é governada pela lei de Ohm, de forma que i =

V/R, e neste caso, pode-se alterar o valor de i manipulando-se as variáveis inde-

pendentes V ou R, mas não se pode variar V ou R pela manipulação de i, visto

que a corrente é originada pela pré-existência de uma diferença de potencial

(ddp), e nunca vice-versa. Portanto, i é uma variável totalmente dependente nes-

te sistema em que a fonte de ddp é um parâmetro fixo ou constante, e V e R são

variáveis totalmente independentes.

No modelo biológico utilizado neste trabalho, foram medidas, em

duas fases distintas, os três parâmetros elétricos acima citados. O estudo inter-

pretativo das relações de interdependência destes parâmetros deve fornecer sub-

sídios para a justificativa dos objetivos aqui propostos. É válido, portanto, que se

110

mostre, ao nível do tecido, suas origens, bem como os mecanismos e estruturas

peculiares que governam estas relações de interdependência dos mesmos.

Convém lembrar que as soluções que banham as faces luminal e

serosa dos fragmentos epiteliais, os quais constituem o nosso modelo biológico e

que são montados nas câmaras de Ussing, são iguais em termos de composição

iônica e osmolaridade. Portanto, não existem gradientes de concentração (poten-

cial químico) que promovam fluxo de matéria através de vias comunicantes en-

tre os dois lados da membrana epitelial que possa justificar o aparecimento de

um potencial de difusão, como ocorre nas membranas seletivamente permeáveis

que separam soluções iônicas de composição química diferentes. No entanto, se

detectamos uma ddp entre as faces do fragmento epitelial, outros mecanismos

característicos das células que constituem este tecido são necessários para justi-

ficar a criação desta diferença.

Sabidamente, nas células que revestem a superfície mucosa do in-

testino delgado (enterócitos), os canais de potássio seletivamente permeáveis,

estão predominantemente situados na membrana basolateral (HALM & FRIZ-

ZEL, 1986), enquanto que o sódio (função principalmente dos mecanismos de

co-tranporte e antiporte) é muito mais permeável à membrana luminal que à ba-

solateral, ainda, a bomba de sódio (Na

-K

ATPase), que é indetectável na

membrana luminal, é extremamente eficiente na basolateral (SCHULTZ & ZA-

LUSKY, 1964). Estas particularidades já conferem ao enterócito características

de células polarizadas. Outra característica fundamental do tecido epitelial é o

espaço inter ou paracelular, o qual funciona como uma via, ou barreira, de per-

meabilidade seletiva, possuindo, portanto, uma resistividade inerente, visto que

as células da mucosa intestinal devem transportar nutrientes de forma seletiva do

espaço luminal para o extracelular basolateral num fluxo unidirecional. Esta u-

nidirecionalidade de transporte é garantida por famílias específicas de proteínas

localizadas nas membranas apicais, ou basolaterais, dos enterócitos. A restrição

111

ao natural processo de difusão de proteínas na fluída bicamada fosfolipídica,

permitindo assim a mistura entre proteínas com localização funcional restrita à

membrana apical com aquelas restritas à basolateral, é garantida por uma estru-

tura de células conhecida como JUNÇÃO COMPACTA (zonulae ocludens ou tight

junction) (FARQUHAR & PALADE, 1963; GUMBINER, 1987, 1993). Esta

estrutura é formada por proteínas intrínsecas e periféricas, com domínios intra e

extracelulares, dispostas lado a lado, em linhas que formam uma trama circun-

dando interna e externamente como uma faixa, a região mais próxima do ápice

da células. Pelo menos três proteínas desta estrutura já foram identificadas: a

ocludina hiperfosforilada (65-79 kDa) e as proteínas periféricas ZO-1 e ZO-2

(citoplasmáticas, ~ 210 kDa) (JESAITIS & GOODENOUGH, 1994; NUSRAT

et al., 2000). As ocludinas têm um domínio citosólico que, segundo todas as e-

vidências, interage com as proteínas ZO-1 e ZO-2, estas últimas possuem uma

estrutura molecular que sugere fortemente uma função de ligação interproteínas

(STEVENSON et al., 1986), o domínio extracelular das ocludinas interage com

suas homólogas das células vizinhas. Imediatamente adjacentes (e abaixo) à jun-

ção compacta, uma outra faixa constituída por proteínas transmembrana (

CADE-

RINAS

), e também circundando toda a célula, forma os chamados CINTOS DE A-

DESÃO

. O domínio extracelular das caderinas realiza ligações homofílicas com

as correspondentes proteínas das células vizinhas. Ao domínio citoplasmático,

esta intimamente, e ao longo de todo o perímetro, associado um feixe de fibras

ACTINA-MIOSINA II, o qual também interage com o cito-esqueleto (MADARA

et al., 1987; MADARA et al., 1992; MADARA, 1998).

Fundamentado na estrutura física e no comportamento funcional do

modelo biológico em estudo, e no fato de que as variáveis medidas eram parâ-

metros de um circuito elétrico, propomos um modelo (esquema) que indubita-

velmente contenha estas variáveis e que de forma mais racional, se possa visua-

lizar suas relações de interdependência, conforme exposto na Figura 48.

112

Figura 48 – Modelo Elétrico do Enterócito

e E

são as forças motrizes (baterias) geradas nas membranas apicais e baso-

laterais; R

e R

representam as resistências transmembrana; R

é a resistência

oferecida pela junção compacta (tight junction).

No circuito acima exposto, E

representa a força eletromotriz (po-

tencial de membrana), cujo valor é predominantemente influenciado pela per-

meabilidade do Na

na membrana apical, e cujo sentido é sempre o de despola-

rizar esta membrana; R

é a resistência que representa e é proporcional a esta

permeabilidade, ou a do Cl

−

quando for o caso de abertura de canais de cloro; E

é a bateria predominantemente influenciada pela permeabilidade basolateral do

, o qual tende sempre a hiperpolarizar esta região da membrana; R

é a resis-

tência que corporifica esta permeabilidade; R

representa a resistência oferecida

à passagem de partículas pelo espaço paracelular.

A aplicação elementar das leis de Kirchhof ao circuito representado

na Figura 48 resulta na seguinte expressão para a diferença de potencial transe-

pitelial (V

− E

)

+ R

113

O entendimento da expressão acima ficará mais clara com as se-

guintes considerações: os íons Na

que estão permanentemente atravessando a

membrana apical, quer sozinhos, quer em co-transporte com substâncias eletro-

neutras, estarão realizando a polarização (despolarizando) da própria membrana

apical. Estes íons estarão na membrana basolateral também permanente e eletro-

genicamente sendo transportados para fora das células por transporte ativo que,

associado à difusão passiva de K

, tende a tornar esta membrana mais polarizada

(hiperpolarizada) do que a apical. Por isso, teremos sempre E

− E

> 0. Por ou-

tro lado, cada cátion que atravessa a membrana apical e é transportado para o

espaço extracelular basolateral, deixa no espaço luminal um ânion, criando as-

sim uma distribuição espacial de cargas que dão origem à V

, sendo a tendência

natural a redistribuição destas cargas e como o Cl

−

tem um extremamente desfa-

vorável potencial eletroquímico para acompanhar o Na

pela via transcelular, só

lhe resta o caminho paracelular, se esta via não oferecer nenhuma resistência à

passagem do Cl

−

, estará ocorrendo um movimento simultâneo de cargas entre as

faces luminal e basolateral da célula epitelial, portanto, não ocorrerá partição de

cargas e conseqüentemente a ddp entre os dois espaços será nula, que é o mesmo

o que obtivemos na igualdade acima quando tornamos R

= 0. Por outro lado, se

tende para infinito, poderemos obter desta mesma igualdade V

= E

− E

De fato, a simples substituição do ânion Cl

−

pelo SO

em epitélio de anfíbio,

cujas propriedades são semelhantes às da mucosa intestinal, mas para ambos

epitélios, o sulfato é um ânion impermeável (o que equivale ao aumento da re-

sistência paracelular ao Cl

−

), elevou a V

em mais de 150% (LACAZ-VIEIRA

& SANIOTO, 1981).

Assim sendo, a variável V

, que representa a força eletromotriz

geradora da corrente de curto-circuito (i

), é função do grau de despolarização

de uma membrana apical (aumento ou diminuição do influxo eletrogênico de

), da hiperpolarização de outra membrana celular (transporte ativo eletrogê-

114

nico do Na

basolateral). Portanto, de acordo com as observações iniciais deste

capítulo, a V

é uma variável independente, a i

será uma variável totalmente

dependente, e a R

é a outra variável totalmente independente.

Os resultados experimentais mostraram que os valores basais da i

e V

dos fragmentos pré-incubados com toxina de cólera (Figura 42), tanto no

jejuno como no íleo, eram significativamente maiores (p < 0,001 – teste t não-

pareado) que os seus correspondentes valores nos fragmentos controles. A ex-

plicação óbvia para isso se dá no efeito da toxina sobre os canais de Cl

−

nas cé-

lulas da cripta, promovendo assim um efluxo de ânions (equivalente a um influ-

xo de cátions) tendente a despolarizar a membrana apical destas células, e com

isso, aumentando em módulo a diferença E

− E

. Reforçando este efeito, Sho-

rofsky e cols. mostraram que o aumento da secreção de Cl

−

induz um aumento

de permeabilidade de K

na membrana basolateral, que tende a levar o potencial

de membrana para o potencial de equilíbrio do K

, o qual é superior a −80 mV

(SHOROFSKY et al., 1983), isto aumenta mais ainda a força eletromotriz de

efluxo de cloreto, mas, como postulado nas considerações preliminares desta

discussão, apesar de um aumento da força eletromotriz aumentar a variável de-

pendente i

, esta pode também sofrer influência do terceiro parâmetro medido, a

Os resultados experimentais mostraram também que os valores ob-

tidos para os fragmentos pré-incubados com toxina, principalmente no jejuno,

região predominantemente absorvedora de substratos em co-transporte com Na

e trocadora de H

em antiporte com o Na

(JOHNSON, 1997), relativos à R

eram significativamente maiores (p < 0,05 – teste t não-pareado) que seus cor-

respondentes controle (Figura 44). No íleo, região predominantemente absorve-

dora de Na

em co-transporte com Cl

−

(JOHNSON, 1997), a diferença entre os

valores basais dos grupos controle e pré-incubados com toxina não foi estatisti-

115

camente significativa. Mesmo assim, observamos uma tendência à elevação de

nos fragmentos pré-incubados.

Procuramos justificar esta observação com aquela feita em 1995 por

Turner & Madara. Os autores constataram que a absorção de glicose promovia a

fosforilação da cadeia leve de miosina (

MIOSINA II) intracelular (TURNER &

MADARA, 1995) com conseqüente redução da resistência transepitelial (R

Esta alteração de resistência já havia sido observada quando da adição de glicose

ao lado mucoso de epitélio intestinal (MADARA & PAPPENHEIMER, 1987;

ATISOOK et al., 1990). Em 1997, Turner e cols. demonstraram que a inibição

farmacológica da quinase fosforilante da

MIOSINA II evitava o aumento da per-

meabilidade transepitelial (não reduzia a resistência) mesmo com a adição de

glicose (TURNER et al., 1997). Uma vez que MacLeod & Hamilton haviam

demonstrado que a deflagração do processo de co-transporte Na

-glicose provo-

cava um aumento de volume do enterócitos, mas um mecanismo restaurador era

concomitantemente disparado, e este mecanismo era a ativação de um trocador

-H

(MACLEOD & HAMILTON, 1991, 1996), isto induziu novamente

Turner e cols. a associarem regulação de volume e junção compacta com o tro-

cador sódio-próton. Os autores observaram que a inibição deste trocador reduzia

acentuadamente a fosforilação da

MIOSINA II com um conseqüente e significati-

vo aumento da R

, ou seja, a ativação do trocador sódio-próton tenderia a au-

mentar o pH intracelular (alcalinizar) e isto seria o sinal para a fosforilação da

cadeia leve de miosina, a qual, uma vez fosforilada, promoveria a contração do

feixe de actina-miosina II do cinto de adesão perijuncional, provocando mecani-

camente a redução da R

Considerando-se que a toxina do cólera promove um exacerbado

aporte de cloreto no lúmen, e que tanto as células da cripta como as dos vilos

possuem em suas membranas apicais um trocador cloro-bicarbonato (KNIC-

KELBEIN et al., 1988), a troca Cl

−

-HCO

−

será bastante favorecida, causando a

116

grande perda fecal de bicarbonato, e como conseqüência, levando ao mais im-

portante transtorno eletrolítico do paciente com cólera, que é a acidose metabó-

lica.

Baseado nas considerações feitas acima, sugerimos como justifica-

tiva para a elevação da R

observada nos valores basais dos grupos pré-

incubados com toxina, a conseqüente redução do pH citoplasmático, que dimi-

nuindo a fosforilação da miosina II e com isto promovendo o relaxamento do

mecanismo tipo esfíncter do cinto de adesão, e aumentando assim a R

1. Ação da Glicose sobre Jejuno e Íleo

A adição de glicose ao lado mucoso dos fragmentos epiteliais do

grupo controle provocou aumento significativo (p < 0,01 – teste t pareado) da i

no jejuno (174%) e no íleo (110%). Este aumento de corrente já havia sido mos-

trado primeiramente por Schultz & Zalusky (1964) e comprovado pelos traba-

lhos de Windmueller & Spaeth (1974, 1978, 1980) e Stevens e cols. (1990). A

também sofreu um significativo aumento (p < 0,0051 – teste t pareado), mas

a R

não sofreu nenhuma alteração (∆R

= 0,5 ± 6,6 Ω . cm

), podendo ser

considerada constante ou tendendo à redução, como no caso do grupo controle

do íleo, o que já havia sido demonstrado por Atisook e cols. (1990). Estes com-

portamentos podem ser observados nos Figuras 45, 46 e 47 dos Resultados, nas

barras A e C do substrato

GLICOSE.

Nos fragmentos de jejuno pré-incubados com toxina, a adição de

glicose provocou uma alteração na i

muito menor do que aquela observada no

controle (apenas 25% acima do valor basal), mas mesmo assim de maneira sig-

nificativa (p < 0,051 – teste t pareado), enquanto que a V

(com um acréscimo

de 68% do valor basal) ficou muito aquém da sua correspondente no controle

(com um acréscimo da ordem de 130%), já no caso da R

, seu valor médio cor-

responde a um aumento da ordem de 29%. A comparação destes valores com os

117

seus correspondentes no grupo controle demonstra que a toxina do cólera provo-

cou uma redução na absorção da glicose, tanto que a variação da V

foi metade

daquela do grupo controle. Além disso, houve uma nítida tendência de aumento

da R

Nos fragmentos de íleo pré-incubados com toxina, a variação da i

pode ser considerada nula (∆i

= 1,7 ± 17,3 µA/cm

), enquanto que a variação

da V

foi na casa dos 50%, de forma compatível com o aumento da R

. Isto

significa que no íleo, no limite das doses adicionadas, a toxina não permitiu a

absorção da glicose (pelo menos não de forma detectável) pela variação da i

mas como verificamos uma variação na V

e R

, isto significa que ocorreu

uma absorção maior do que zero, o que promoveu um aumento da resistência

paracelular, que por sua vez aumentou a ddp. Estas constatações podem ser vi-

sualizadas nos Figuras 45, 46 e 47 dos Resultados, nas barras B e D do substrato

GLICOSE.

Torna-se intrigante a constatação de que a adição de glicose aos

fragmentos do grupo pré-incubado com toxina provocou uma forte tendência de

aumento da R

num comportamento antagônico àquele observado no grupo

controle.

Como já havia demonstrado Madara & Pappenheimer (1987), a ati-

vação do co-transporte Na

-GLICOSE, o SGLT1, provocava, em epitélios normais

(não inoculados), uma redução na R

de até 30%, mas como já citado anterior-

mente, esta redução se dá em função da fosforilação de uma

MIOSINA II, que por

outro lado, depende do pH citoplasmático. Em 1995, Brant e cols. clonaram e

estudaram a distribuição e análise funcional de uma terceira iso-forma de troca-

dor sódio-próton, o NHE3, cuja localização nos enterócitos é restrita à membra-

na apical (BRANT et al., 1995). Posteriormente, Turner e cols. (2000) demons-

traram, em monocamadas de clones de carcinoma de colo (Caco-2) transfecta-

dos para expressar o transportador SGLT1, que a inibição específica do trocador

118

NHE3 provocava uma aumento da R

da ordem de 15 ± 3%, com uma signifi-

cância de p < 0,05, mas este aumento só ocorria se, e somente se, o co-

transportador SGLT1 fosse ativado (TURNER et al., 2000).

Apoiado nestes achados experimentais, sugerimos como justificati-

va para o acréscimo de resistência ocorrido quando da adição da glicose aos

grupos pré-tradados com toxina, tendo em vista que as diferenças entre os valo-

res máximos dos grupos controle e toxina são significativos (p < 0,02 e p <

0,001, jejuno e íleo, respectivamente, dados das tabelas 4 e 5 dos Resultados),

que a toxina de cólera venha, de forma semelhante ao acima exposto, criar as

condições para que, quando o transportador SGLT1 for ativado, ocorra a aumen-

tada alteração da R

2. Ação da Glutamina sobre Jejuno e Íleo

Os resultados da ação da glutamina sobre o jejuno do grupo contro-

le mostraram que a variação da R

pode ser considerada nula ou decrescente, o

que em termos percentuais seria ∆R

= 24,2 ± 27,6%, mas os acréscimos relati-

vos às variações da i

e V

(∆i

= 131,5 ± 39,2% e ∆V

= 133,6 ± 8,9%, res-

petivamente) são absolutamente coerentes com a propriedade das porcentagens

de um produto de dois fatores em que a variação percentual resultante é igual à

soma dos acréscimos percentuais de cada fator mais o produto destes acréscimos

dividido por 100, como pode ser melhor demonstrado na fórmula abaixo:

y = x . β ⎯→ ∆y% = ∆x% + ∆β% + (∆x% . ∆β%) / 100

Como numericamente V

= i

. R

, e considerando-se que a R

estatisticamente não significativa, teríamos:

∆V

= 131,5% + 0,0% + (131,5 . 0) / 100 = 131,5%

119

Valor este extremamente próximo ao valor de ∆V

(133,6%) obti-

do a partir dos dados experimentais, de forma que podemos afirmar que a adição

de glutamina aos fragmentos de jejuno no grupo controle promoveu um aumento

real da i

às custas de um aumento da V

, mas sem alteração da R

, e que es-

tas variações são conseqüência do influxo de Na

na membrana apical em co-

transporte com a glutamina.

A adição de glutamina aos fragmentos pré-incubados com toxina

produziu um incremento não significativo (∆i

= 39,8 ± 22,0%), mas a variação

da R

foi significativa (∆R

= 68,7 ± 20,0%, p < 0,05). Usando o mesmo ra-

ciocínio empregado nos fragmentos do grupo controle, encontraríamos uma va-

riação percentual de 135,8 ± 21,0%. Os valores experimentais nos mostram que

a variação de V

é igual a 103,0 ± 7,0%, o qual, considerando-se as dispersões

dos dois fatores, é um valor bastante coerente. Isto significa que a toxina teve

uma dupla influência, reduziu o transporte de sódio em co-transporte e aumen-

tou significativamente a R

A adição de glutamina sobre o íleo do grupo controle, que promo-

veu uma variação da i

, cujo acréscimo percentual foi de 101,0 ± 21,0%, não é

significativamente diferente da sua equivalente no jejuno, que foi de 131,5 ±

39,2%. De forma análoga, ela variou a ddp, e assim como no jejuno, a variação

da R

não é estatisticamente significativa. Estas comparações sugerem que a

capacidade absortiva de ambos os segmentos intestinais é muito semelhante no

tocante a este aminoácido (AA).

Do ponto de vista prático e estatístico, a adição de glutamina ao íleo

do grupo pré-incubado com toxina não provocou alterações na R

(1,5 ± 6,8%)

tanto que a ∆R

= 1,0 ± 2,9 Ω . cm

não é significativo, enquanto que a varia-

ção da i

e da V

(38,7 ± 10,1% e 44,7 ± 12,1%, respectivamente) são valores

estatisticamente semelhantes, justificando assim o raciocínio empregado na dis-

120

cussão do substrato

GLICOSE. Constata-se portanto que a presença da toxina no

íleo reduziu substancialmente a absorção de glutamina, mesmo sem alterar a

. Sumarizando, podemos afirmar que a presença de toxina, mais no íleo do

que no jejuno, reduz a capacidade absortiva, bem como tende a aumentar a R

cujo reflexo é uma maior tendência de aumento da V

3. Ação da Alanina sobre Jejuno e Íleo

A alanina adicionada ao jejuno do grupo controle mostrou ser ex-

tremamente absorvível, visto que provocou um aumento na i

de 154,9 ± 16,9%,

ao mesmo tempo que elevou a V

em 138,3 ± 8,3%, mas sem alterar a R

(∆R

= −0,6 ± 2,4 Ω . cm

). Enquanto que no grupo pré-incubado com toxina, o

aumento da R

, mesmos que pouco significativo, correspondeu a 42,0 ± 15,9%,

o qual, associado ao aumento de corrente de 81,6 ± 9,5%, forneceu o percentual

teórico de 157,9%, o qual é precisamente o acréscimo medido experimentalmen-

te e cujo valor é 157,4 ± 29,2%, que mais uma vez justifica que a presença de

toxina aumenta a R

e reduz a i

No íleo do grupo controle, a adição de alanina é absorvida com uma

taxa menor que no jejuno. O acréscimo na i

de 73,9%, com uma significância

de p < 0,05, está razoavelmente afastada dos valores obtidos no jejuno, que são

respectivamente de 154,9% e p < 0,01. Esta diferença de comportamento entre

os dois segmentos do intestino já foi observada na discussão dos substratos

GLI-

COSE

e GLUTAMINA.

No íleo pré-incubado com toxina, a variação percentual da i

como

conseqüência da adição de alanina foi de apenas 17,4 ± 4,9%, além disso, as va-

riações de V

e R

não foram estatisticamente significativas visto que seus

desvios são muito grandes. Mesmo assim, se aplicarmos a propriedade da varia-

ção percentual de um produto, ela será inteiramente satisfeita, como se segue: a

variação percentual encontrada para ∆R

é de 45,8 ± 37,2%, que associado aos

121

17,4% de ∆i

nos fornece um ∆V

= 71,2%, enquanto que o valor encontrado

com os dados experimentais da V

foi de 71,3 ± 38,0%. Esta semelhança justi-

fica o fato de que, mesmo com a grande dispersão e o pequeno número de amos-

tras, os valores centrais (médios) demostraram que a toxina agiu efetivamente no

íleo, aumentando assim a R

, mas, sobretudo, não aumentando a i

, mostrando

nitidamente o efeito bloqueador do co-transporte de substrato, que é mais acen-

tuado no íleo do que no jejuno, como conseqüência da ação da toxina da cólera.

4. Ação da Glicina sobre Jejuno e Íleo

A adição de glicina no jejuno do grupo controle fez com que a i

aumentasse continua e gradualmente, alcançando assim um acréscimo de 162%

em relação ao valor basal concomitante à V

, a qual também aumentou de for-

ma quase linear (224,3%) ao mesmo tempo que a resistência mostrou um discre-

to aumento (não significativo) somente na última dose, e que em termos percen-

tuais, com relação ao valor basal, correspondeu a 35,0 ± 26,2%; estes valores

mostram claramente que ocorre co-transporte glicina-Na

no jejuno normal. No

entanto, quando observamos a curva de variação da i

para o grupo pré-

incubado com toxina, constatou-se que não ocorreu variação significativa (7,1 ±

13,5%) da i

, mas sim um muito significativo aumento (44,4 ± 7,4%) da R

que mesmo sendo significativo, seu valor médio foi de 33,0 ± 22,4%. Estes va-

lores demonstram que a diminuta absorção de Na

em co-transporte com a glici-

na nos fragmentos pré-incubados com toxina serviu para alterar a R

, e conse-

qüentemente, a ddp (7,1 + 33,0 + 0,71 . 3,3 = 42,4%), valor este extremamente

semelhante ao obtido com os dados experimentais (44,4%) para a V

A adição de glicina no íleo do grupo controle produziu um aumento

da i

de 52,3 ± 10,4% acima do valor basal para este segmento intestinal. Valor

este bastante inferior àquele observado no jejuno (162,0 ± 46,8%). Estes valores

corroboram os dados achados nos grupos anteriormente comentados. Em todos

122

eles, o acréscimo na i

é sempre menor no íleo que no jejuno. Apesar da R

ser

completamente não significativa, seu valor médio central corresponde a um a-

créscimo de 8,9%, que associado aos 52,3% de variação da i

, corrobora o au-

mento de 62,0 ± 27,7% na ddp (65,9%, valor teórico).

No grupo pré-incubado com toxina, a adição de glicina provocou

uma variação desprezível da i

(3,1 ± 10,1%) relativo ao valor basal, enquanto

que a R

aumentou significativamente (p < 0,05), com um valor médio percen-

tual de 35,4 ± 14,2%. Estes valores são validados pelo cálculo teórico (39,6%)

com o valor experimental medido (40,6%) para a V

. Os dados obtidos justifi-

cam o fato de que a presença da toxina de cólera reduz de forma mais acentuada

a absorção de substrato no segmento intestinal distal (

ÍLEO).

5. Ação da Alanil-Glutamina sobre Jejuno e Íleo

A adição de alanil-glutamina ao jejuno do grupo controle produziu

um incremento de 53,9% do valor basal deste segmento, e concomitantemente,

um acréscimo não significativo da R

, porém, seu valor médio foi de 15,1%

acima do basal. Estes dois valores justificam o acréscimo na ddp de 76,9%, mas

surpreendentemente, a adição do di-peptídeo ao fragmento pré-incubado com

toxina produziu um incremento na i

83,5% maior que a sua equivalente no

grupo controle, enquanto que a R

, embora não estatisticamente significativa,

sofreu uma pequena redução (−2,4%) em relação ao valor basal. Estes resultados

divergem daqueles obtidos em todos os substratos anteriormente analisados.

Glicose, glutamina, alanina e glicina sempre provocaram uma i

significativa-

mente maior nos fragmentos de jejuno do grupo controle do que naqueles pré-

incubados com toxina. Do mesmo modo, a R

sempre foi aumentada nas prepa-

rações pré-incubadas com toxina quando da adição de substratos.

Quando comparamos o incremento percentual causado pela adição

de alanil-glutamina nas preparações pré-incubadas com toxina (que foi da ordem

123

de 60,2%) com aquele causado pela adição de glutamina na preparação homólo-

ga (que foi de 34,6%) evidenciamos maior rendimento na absorção deste AA

quando na forma de di-peptídeo. Considerando-se que o transporte de di-

peptídeos nas células intestinais é promovido por transportadores H

dependentes, situados tanto nas membranas apicais quanto nas basolaterais

(BRANDSCH et al., 1994; THWAITES et al., 1993a, 1993b), além desta de-

pendência de um gradiente eletroquímico de H

, o co-transportador PEPT1, já

clonado e seqüenciado (LEIBACH & GANAPATHY, 1996), mostrou a existên-

cia de um sítio de fosforilação para uma quinase-A e outro para uma quinase-C.

Como nas preparações pré-incubadas com toxina os níveis de AMPc estão muito

elevados, e conseqüentemente as quinases-A foram ativadas, sugerimos que es-

tes fatos possam ter influenciado no significativo aumento da i

em relação ao

controle.

Os resultados experimentais nos mostraram que no íleo normal

(grupo controle) a adição de substrato sempre provocou um acréscimo da i

me-

nor do que aquele encontrado no jejuno: a glicose promoveu um aumento da i

no íleo 11,7% menor que a do jejuno, a glutamina foi 19,7% menor, a alanina

65,8%, e finalmente a glicina, que promoveu no íleo um acréscimo da i

35,5%

menor que o aquele produzido com as mesmas doses no jejuno do grupo contro-

le. Quando analisamos os dados obtidos após a adição de alanil-glutamina no

íleo do grupo controle, constatou-se que a adição do di-peptídeo provocou um

aumento na i

175% acima do acréscimo provocado no jejuno; fato este total-

mente contrário ao observado para os demais substratos, que, como dito anteri-

ormente, sempre tiveram valores menores que os obtidos no jejuno do grupo

controle. A R

não variou (∆R

= −0,2 ± 1,6), e embora não sendo significati-

va, pode-se dizer que há uma tendência de redução, enquanto que a V

sofreu

um acréscimo compatível com aquele da i

124

No segmento distal (íleo) pré-incubado com toxina, o incremento

causado na i

pela adição do di-peptídeo (31,4 ± 9,7 µA/cm

), embora menor do

que aquele observado no grupo controle do íleo, foi semelhante ao incremento

causado no jejuno do grupo pré-incubado com toxina (37,8 ± 7,6 µA/cm

), e a-

inda semelhante àquele observado quando da adição de

GLUTAMINA neste mes-

mo grupo (30,8 ± 10,5 µA/cm

). Na ddp, o acréscimo foi significativo e coerente

com aquele visto na i

, ao mesmo tempo que a R

não variou.

6. Curvas de Significância

Tendo em vista que as doses cumulativas foram pequenas, de ma-

neira que não houve o desenvolvimento completo das curvas dose-resposta, as

quais se limitaram apenas ao segmento inicial das mesmas, optamos pela obten-

ção de uma equação que melhor representasse este trecho do conjunto de dados.

A observação das formas das curvas obtidas nos levou a crer que neste intervalo

ocorria um crescimento tipo exponencial, ou seja: a taxa de variação da variável

dependente (no caso i

) em função da variação da variável independente (no

caso

DOSE) é proporcional a um valor inicial da i

, expressando-se de forma

simbológica como:

∝ y

(I) ⎯→

= ky

(II) ⎯→ k =

(III)

Onde:

dy/dx representa a razão entre o incremento infinitesimal da variá-

vel dependente y e a correspondente variação infinitesimal da variável indepen-

dente x.

representa o valor inicial da variável dependente (y), no nosso

caso

cc0

125

x representa a variável independente, que no nosso caso é o valor da

dose aplicada.

k representa a constante de proporcionalidade, cuja dimensão é a

recíproca da unidade de y.

Rearranjando-se a equação (II) e integrando-se entre os limites que

serão y

correspondendo a uma dose 0 (zero) até valores genéricos y

e dose (x),

teríamos:

∫

kdx

⎯→ ln

= kx ⎯→ y

= y

(IV)

Utilizando-se programas estatísticos que realizem, sobre um con-

junto de dados, uma regressão não-linear que melhor se adeqüe à equação (IV),

obteremos os melhores valores de y e k.

Se tomarmos como exemplo o substrato

GLICOSE e o grupo pré-

incubado com toxina, teremos, de acordo com o exposto acima, a seguinte equa-

ção:

y = 81e

149,2x

(V), onde: y ≡ i

e x ≡ dose adicionada cumulativamente

O conjunto de dados fornecido pela Tabela 4 dos Resultados mostra

que para a dose x = 0, a

cc0

= 83,7 ± 11,5 µA/cm

, enquanto que para a dose x =

1,66x10

-3

M o valor da i

foi de 104,6 ± 12,0 µA/cm

. A substituição destes va-

lores de x na equação (V) fornece para y (

) os valores da i

cc0

= 81,0 µA/cm

103,8

µA/cm

. Estes resultados mostram que a equação (V) de fato representa o

comportamento da variável dependente nesta faixa de variação da variável inde-

pendente

DOSE.

126

Com a finalidade de comparar a potencialidade de absorção de cada

um dos substratos testados neste trabalho de uma forma mais precisa e elegante

que aquela de apenas comparar o nível de significância estatística entre os

∆i

obtidos com a adição dos respectivos substratos, determinamos para os grupos

pré-incubados com toxina, tanto no jejuno como no íleo, as equações de cresci-

mento exponencial, de forma que, pela comparação de suas constantes de pro-

porcionalidade (k), possamos avaliar, dentre os substratos empregados, quais

oferecem melhor taxa de absorção (

∆i

), o que pode ser visto na tabela abaixo:

Tabela 14 – Equações de Tendência

Substrato JEJUNO + Toxina (Função) ÍLEO + Toxina (Função)

Glicose y = 81,0e

149,2x

y = 106,5e

57,7x00

Glutamina y = 82,0e

213,7x

y = 075,2e

209,5x0

Alanina y = 68,8e

287,7x

y = 119,6e

67,9x00

Glicina y = 84,0e

22,9x0

y = 114,0e

-14,09x

Alanil-glutamina y = 73,0e

313,1x

y = 088,3e

183,5x0

Observando-se as equações acima, constatamos que dentre os subs-

tratos de absorção Na

-dependentes, o AA ALANINA possui o maior k, ou seja, a

melhor taxa de absorção como função da dose (k = 287,7 M

-1

) para o segmento

intestinal jejuno, seguido de perto pela

GLUTAMINA, com um k = 213,7 M

-1

. No

entanto, o di-peptídeo

ALANIL-GLUTAMINA sobrepuja estes dois AA com um k =

313,1 M

-1

, cerca de 10% acima do valor da ALANINA. No segmento ileal pré-

incubado com toxina, os substratos Na

-dependentes são de longe sobrepujados

pela

GLUTAMINA (k = 209,5 M

-1

), enquanto que o di-peptídeo apresentou um k =

183,5 M

-1

, que é apenas 14% menor que o da GLUTAMINA.

Sumarizando o exposto na Tabela 14 acima, concluímos que, dentre

os substratos de absorção Na

-dependentes, a GLUTAMINA oferece a maior ten-

dência à absorção, mas o di-peptídeo com um valor de k 47% maior no jejuno e

127

apenas 14% menor no íleo do que a

GLUTAMINA, justifica a conservação dentro

do processo evolucionário deste mecanismo ancestral de co-transporte próton-

dependente, garantindo que, mesmo na eventual não-expressão gênica de co-

transportadores Na

-dependentes, AA podem ainda de forma satisfatória serem

absorvidos a partir de uma dieta contendo proteínas integrais.

Considerando-se que, quando da adição de substratos de absorção

sódio-dependentes, particularmente nas preparações pré-incubados com toxina,

ocorreu um significativo aumenta da R

. Sugerimos que este aumento seja de-

corrente de alterações ocorridas na região da

zonulae ocludens, em consonância

com as observações citadas por Turner e cols. (2000), e cujo modelo por nós

proposto esta esquematizado na Figura 49 a seguir.

128

Figura 49 – Modelo de Regulação da Resistência Paracelular

A figura acima mostra a região do zonulae ocludens e cinto de adesão. A primei-

ra é constituída pelas proteínas transmembrana

OCLUDINAS (Ocl) e pelas proteí-

nas periféricas ZO-1 e ZO-2 (Zo). O cinto de adesão (CA) é constituído por

FI-

LAMENTOS DE ACTINA

(Ac) aos quais estão aderidos pares de moléculas de MIO-

SINA

tipo II (MII). O feixe de filamentos de actina interage com as proteínas

transmembrana ancoradas às

CADERINAS (Cad). A fosforilação da miosina II

promove a contração dos filamentos de actina que, funcionando como um es-

fíncter, tende a abrir o espaço paracelular, facilitando a passagem de íons do es-

paço basolateral para o lúmen, ou vice-versa, o que é equivalente a reduzir a re-

sistência paracelular. CE significa cito-esqueleto.

129

CONCLUSÕES

1) A diferença de potencial transepitelial (V

) no íleo distal normal é maior

que no jejuno proximal;

2) A inoculação com toxina de cólera aumentou exageradamente esta diferença

de potencial, ultrapassando a 100% no jejuno e a 80% no íleo;

3) A corrente de curto-circuito (

) no íleo distal é maior que no jejuno proxi-

mal;

4) A inoculação com toxina de cólera aumentou esta corrente em mais de 80%

no jejuno assim como no íleo;

5) A inoculação com toxina de cólera aumentou significativamente a resistên-

cia transepitelial (R

) no jejuno mas não no íleo;

6) A adição de substratos de absorção sódio-dependente ou próton-dependente

ao lado mucoso das preparações, tanto do jejuno como do íleo, sempre pro-

move aumento da V

;

7) A adição de substratos de absorção sódio-dependentes ao lado mucoso das

preparações, tanto do jejuno como do íleo, promoveu uma aumento signifi-

cativo, ou pelo menos uma nítida tendência de aumento, da R

;

8) A adição do di-peptídeo de absorção próton-dependente alanil-glutamina ao

lado mucoso das preparações, tanto do jejuno como do íleo, tanto nos grupos

controles como nos pré-tratados com toxina, promoveu incrementos despre-

zíveis (absolutamente não-significativos) ou forte tendência de redução da

;

9) Sempre que a R

tende a aumentar em função da absorção de um substrato,

a V

tende a aumentar simultaneamente, e a i

a reduzir, mas de forma que

a relação percentual de acréscimos e decréscimos obedeça a lei de Ohm;

10) Como explicação para o aumento da R

observado no lado mucoso das

preparações pré-tratadas com toxina de cólera, sugerimos que esta toxina

130

possivelmente influencia o estado da

JUNÇÃO DENSA e CINTO DE ADESÃO no

sentido de reduzir a mobilidade do Na

, dificultando assim o contra-fluxo

SEROSO-MUCOSO deste íon; e

11) O di-peptídeo alanil-glutamina, por sua alta tendência de absorção ao longo

do intestino delgado, aliado à sua maior estabilidade e importância nutricio-

nal, é um componente que deve ser avaliado

in vivo na composição de solu-

ções para terapias de reidratação oral.

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152

ANEXOS

Anexo 1 – Ficha de Registros

Laboratório de Infecções e Patologia Celular

Animal: Peso: Data: Sol. mucosal:

Tecido: Sexo: Droga: Sol. serosal:

Dose M/S M/S M/S M/S

01 02 03 04

Tempo

min

Isc

µA

Ω

Isc

µA

Ω

Isc

µA

Ω

Isc

µA

Ω

010

020

030

040

050

060

070

080

090

100

110

120

130

140

150

160

170

180

Dose M/S M/S M/S M/S

Tempo 05 06 07 08

min

Isc

µA

Ω

Isc

µA

Ω

Isc

µA

Ω

Isc

µA

Ω

100

110

120

130

140

150

160

170

180

OBS:

153

Anexo 2 – Glicose sobre Jejuno no Grupo Controle

Corrente Glicose

Jejuno

Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

34 56 43 29 28 53

40,5 4,9

0,00001

42 65 47 45 38 52

48,2 3,9

0,00006

51 75 53 54 55 58

57,7 3,6

0,00016

61 85 66 56 74 60

67,0 4,4

0,00066

81 103 84 63 106 64

83,5 7,5

0,00166

111 153 105 79 113 67

104,7 12,3

DDP

Glicose

Jejuno

Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,1 -0,6 0,0 -0,5 0,3 -0,5

0,000001

1,1 2,0 1,1 0,6 0,5 1,0

1,1 0,2

0,00001

1,3 2,2 1,2 1,2 0,8 1,3

1,3 0,2

0,00016

1,3 2,7 1,3 2,3 1,6 2,2

1,9 0,2

0,00166

1,7 3,4 1,6 3,0 2,7 2,8

2,5 0,3

Resistência Glicose

Jejuno Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

32 35 25 23 18 19

25,3 2,8

0,00001

29 34 26 27 20 25

26,8 1,9

0,00016

22 32 21 41 21 37

29,0 3,6

0,00166

15 22 15 38 24 41

25,8 4,6

Anexo 3 – Glicose sobre Jejuno no Grupo Toxina

Corrente Glicose

Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

79 73 121 128 81 57 47

83,7 11,5

0,00001

84 71 113 117 66 60 66

82,4 8,9

0,00006

86 71 113 96 60 62 65

79,0 7,6

0,00016

92 78 116 92 64 64 69

82,1 7,2

0,00066

103 84 120 97 70 72 69

87,9 7,4

0,00166

148 96 147 109 81 79 72

104,6 12,0

DDP Glicose

Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,4 0,3 0,0 0,0 0,0 -0,8 0,0

0,000001

4,2 4,2 1,8 2,0 2,5 2,1 1,0

2,5 0,5

0,00001

4,8 4,5 2,1 3,5 3,7 2,5 2,2

3,3 0,4

0,00016

5,3 5,1 2,6 3,9 3,6 3,3 3,2

3,9 0,4

0,00166

5,5 5,3 3,4 4,0 3,7 3,7 3,8

4,2 0,3

Resistência Glicose

Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

53 57 14 16 32 38 22

33,1 6,5

0,00001

56 64 19 29 55 42 34

42,7 6,2

0,00016

56 64 22 41 55 51 47

48,0 5,1

0,00166

37 55 22 37 47 47 53

42,6 4,3

154

Anexo 4 – Glicose sobre Íleo no Grupo Controle

Corrente Glicose Íleo

Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

82 79 126 40 42 45

69,0 13,7

0,00001

76 79 111 31 46 50

65,5 11,8

0,00006

75 82 107 34 59 57

69,0 10,2

0,00016

75 92 114 43 61 84

78,2 10,1

0,00066

80 103 124 58 79 102

91,0 9,5

0,00166

93 134 167 93 110 157

125,7 13,1

DDP Glicose Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,0 0,2 -0,1 0,0 0,0 -0,6

0,000001

2,9 2,9 2,8 1,1 1,2 1,1

2,0 0,4

0,00001

2,6 2,6 2,7 0,9 1,3 1,2

1,9 0,3

0,00016

2,9 2,9 2,5 1,1 1,7 2,0

2,2 0,3

0,00166

3,5 3,9 3,2 2,3 3,1 3,9

3,3 0,2

Resistência Glicose Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

36 35 22 28 28 25

29,0 2,3

0,00001

36 34 24 28 27 24

28,8 2,1

0,00016

38 31 22 26 27 25

28,2 2,3

0,00166

37 29 19 25 28 24

27,0 2,5

Anexo 5 – Glicose sobre Íleo no Grupo Toxina

Corrente Glicose Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

135 198 162 162 66 68 44

119,3 22,5

0,00001

128 164 140 135 64 65 42

105,4 17,9

0,00006

122 155 133 121 64 67 62

103,4 14,5

0,00016

120 145 123 113 67 88 73

104,1 10,9

0,00066

115 135 113 106 72 94 88

103,3 7,8

0,00166

162 145 123 117 88 118 94

121,0 9,9

DDP Glicose Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

-0,5 0,8 -0,5 0,7 -0,3 0,7 -0,3

0,000001

3,9 4,0 2,8 3,5 3,1 1,8 1,2

2,9 0,4

0,00001

4,4 3,7 3,1 3,8 3,6 1,8 1,0

3,1 0,5

0,00016

4,8 3,7 3,3 3,8 4,1 3,1 3,1

3,7 0,2

0,00166

4,9 4,5 3,3 4,2 5,0 5,4 5,2

4,6 0,3

Resistência Glicose Íleo

Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

28 19 17 22 48 28 35

28,1 4,0

0,00001

34 21 22 28 57 28 29

31,3 4,6

0,00016

39 25 26 37 61 35 47

38,6 4,7

0,00166

29 31 27 36 57 45 59

40,6 5,0

155

Anexo 6 – Glutamina sobre Jejuno no Grupo Controle

Corrente Glutamina Jejuno

Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

28 34 60 68

47,5 9,7

0,00001

33 36 80 45

48,5 10,8

0,00006

37 44 110 47

59,5 17,0

0,00016

40 53 130 59

70,5 20,2

0,00066

51 69 150 71

85,3 22,0

0,00166

81 83 165 80

102,3 20,9

DDP Glutamina Jejuno

Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

-0,6 0,0 0,5 -0,1

0,000001

0,6 0,9 1,5 1,8

1,2 0,3

0,00001

0,3 1,0 2,0 1,4

1,2 0,4

0,00016

0,7 1,4 3,0 2,5

1,9 0,5

0,00166

1,3 2,0 3,6 4,6

2,9 0,7

Resistência Glutamina Jejuno

Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

17 25 23 27

23,0 2,2

0,00001

16 27 23 31

24,3 3,2

0,00016

17 26 23 40

26,5 4,9

0,00166

16 25 22 56

29,8 8,9

Anexo 7 – Glutamina sobre Jejuno no Grupo Toxina

Corrente Glutamina Jejuno

Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

76 80 50 67 130 122

87,5 12,9

0,00001

72 82 54 75 100 92

79,2 6,6

0,00006

71 82 55 77 120 88

82,2 8,9

0,00016

70 78 59 76 140 80

83,8 11,7

0,00066

85 81 62 78 161 88

92,5 14,2

0,00166

182 88 72 82 183 100

117,8 20,8

DDP Glutamina Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,1 0,0 0,6 0,6 0,8 0,1

0,000001

2,1 1,8 2,0 2,5 2,3 1,9

2,1 0,1

0,00001

2,7 2,3 2,6 3,7 2,1 2,5

2,7 0,2

0,00016

3,6 2,9 2,9 4,9 2,9 2,7

3,3 0,3

0,00166

4,4 3,4 4,2 5,7 4,1 3,8

4,3 0,3

Resistência Glutamina Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

29 22 39 37 17 15

26,5 4,1

0,00001

38 28 47 49 21 27

35,0 4,7

0,00016

50 36 49 63 21 34

42,2 6,0

0,00166

33 38 62 68 22 38

43,5 7,2

156

Anexo 8 – Glutamina sobre Íleo no Grupo Controle

Corrente Glutamina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

39 25 55 69 35 70 62 37

49,0 6,1

0,00001

41 43 57 78 35 114 58 54

60,0 9,0

0,00006

44 52 58 81 36 112 66 64

64,1 8,4

0,00016

54 56 60 84 31 100 77 57

64,9 7,5

0,00066

65 62 63 84 47 110 96 99

78,3 7,8

0,00166

72 66 65 89 88 165 103 96

93,0 11,4

DDP Glutamina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

-0,6 0,1 0,1 0,2 0,5 -0,3 0,6 -0,1

0,000001

1,6 1,1 3,9 4,3 0,8 1,2 1,1 0,8

1,9 0,5

0,00001

2,0 2,0 4,0 4,9 0,7 1,2 1,4 1,1

2,2 0,5

0,00016

3,3 3,4 4,4 5,5 0,7 0,9 2,1 1,4

2,7 0,6

0,00166

5,7 5,6 4,7 5,7 1,6 1,7 2,6 2,4

3,8 0,7

Resistência Glutamina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

38 38 70 62 21 18 19 21

35,9 7,2

0,00001

49 44 70 62 19 12 25 20

37,6 7,7

0,00016

61 60 72 72 18 9 27 22

42,6 9,2

0,00166

78 83 71 64 18 10 25 26

46,9 10,6

Anexo 9 – Glutamina sobre Íleo no Grupo Toxina

Corrente Glutamina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

88 90 71 66 59

74,8 6,1

0,00001

64 80 79 68 80

74,2 3,4

0,00006

66 81 79 66 81

74,6 3,5

0,00016

82 93 79 68 81

80,6 4,0

0,00066

101 105 81 69 82

87,6 6,7

0,00166

146 141 86 72 83

105,6 15,7

DDP Glutamina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,0 0,0 0,5 -0,6 -0,7

0,000001

1,9 1,4 3,9 3,8 2,1

2,6 0,5

0,00001

1,5 1,3 4,8 3,6 3,3

2,9 0,7

0,00016

1,7 1,4 5,1 3,9 3,6

3,1 0,7

0,00166

2,6 2,4 5,3 4,1 3,6

3,6 0,5

Resistência Glutamina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

21 16 53 59 37

37,2 8,5

0,00001

25 18 61 54 41

39,8 8,2

0,00016

21 16 64 57 43

40,2 9,5

0,00166

18 16 61 52 44

38,2 9,1

157

Anexo 10 – Alanina sobre Jejuno no Grupo Controle

Corrente Alanina Jejuno Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

65 89 46

66,7 12,4

0,00001

65 95 44

68,0 14,8

0,00006

81 96 50

75,7 13,5

0,00016

100 104 68

90,7 11,4

0,00066

149 133 160

147,3 7,8

0,00166

179 161

170,0 9,0

DDP Alanina Jejuno Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,7 0,8 0,6

0,000001

1,0 0,9 1,0

1,0 0,0

0,00001

1,1 1,1 1,2

1,1 0,0

0,00016

1,4 1,4 1,9

1,6 0,2

0,00166

2,3 2,3 2,3

2,3 0,0

Resistência Alanina Jejuno Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

16 10 22

16,0 3,5

0,00001

28 12 27

22,3 5,2

0,00016

14 13 28

18,3 4,8

0,00166

12 14 20

15,3 2,4

Anexo 11 – Alanina sobre Jejuno no Grupo Toxina

Corrente Alanina Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

50 78 45

57,7 10,3

0,00001

50 72 71

64,3 7,2

0,00006

59 85 79

74,3 7,9

0,00016

65 100 79

81,3 10,2

0,00066

76 123 84

94,3 14,5

0,00166

84 138 90

104,0 17,1

DDP Alanina Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

-0,1 -0,5 0,1

0,000001

1,8 1,5 1,5

1,6 0,1

0,00001

1,7 1,5 2,7

2,0 0,4

0,00016

2,4 2,8 3,3

2,8 0,3

0,00166

3,7 4,6 3,9

4,1 0,3

Resistência Alanina Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

35 19 34

29,3 5,2

0,00001

33 22 38

31,0 4,7

0,00016

35 28 42

35,0 4,0

0,00166

44 33 43

40,0 3,5

158

Anexo 12 – Alanina sobre Íleo no Grupo Controle

Corrente Alanina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

99 30 110

79,7 25,0

0,00001

86 38 85

69,7 15,8

0,00006

85 47 98

76,7 15,3

0,00016

65 57 111

77,7 16,8

0,00066

82 65 121

89,3 16,6

0,00166

117 81 147

115,0 19,1

DDP Alanina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,1 0,5 -0,7

0,000001

1,5 1,0 1,9

1,5 0,3

0,00001

1,2 1,2 1,7

1,4 0,2

0,00016

1,0 1,7 2,2

1,6 0,3

0,00166

1,9 2,2 2,9

2,3 0,3

Resistência Alanina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

15 33 17

21,7 5,7

0,00001

13 33 22

22,7 5,8

0,00016

15 30 20

21,7 4,4

0,00166

17 28 19

21,3 3,4

Anexo 13 – Alanina sobre Íleo no Grupo Toxina

Corrente Alanina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

108 119 112

113,0 3,2

0,00001

113 136 110

119,7 8,2

0,00006

109 145 112

122,0 11,5

0,00016

113 146 118

125,7 10,3

0,00066

121 136 123

126,7 4,7

0,00166

137 129 132

132,7 2,3

DDP Alanina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,9 0,2 0,2

0,000001

2,8 2,0 3,1

2,6 0,3

0,00001

3,0 2,5 3,7

3,1 0,3

0,00016

3,6 3,5 3,6

3,6 0,0

0,00166

4,6 4,8 3,4

4,3 0,4

Resistência Alanina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

26 17 28

23,7 3,4

0,00001

27 19 34

26,7 4,3

0,00016

31 23 31

28,3 2,7

0,00166

33 37 26

32,0 3,2

159

Anexo 14 – Glicina sobre Jejuno no Grupo Controle

Corrente Glicina

Jejuno Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

30 14 25 59

32,0 9,6

0,00001

42 18 35 78

43,3 12,6

0,00006

54 25 42 83

51,0 12,2

0,00016

62 42 51 88

60,8 10,0

0,00066

74 46 62 88

67,5 8,9

0,00166

81 51 69 81

70,5 7,1

DDP

Glicina

Jejuno Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

-0,5 0,5 -0,7 -0,6

0,000001

0,8 0,6 0,8 0,9

0,8 0,1

0,00001

1,2 1,1 1,2 1,4

1,2 0,1

0,00016

1,8 1,9 1,4 2,0

1,8 0,1

0,00166

2,7 2,3 2,3 2,6

2,5 0,1

Resistência Glicina

Jejuno Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

29 40 33 15

29,3 5,3

0,00001

28 40 34 19

30,3 4,5

0,00016

32 40 29 23

31,0 3,5

0,00166

33 44 34 32

35,8 2,8

Anexo 15 – Glicina sobre Jejuno no Grupo Toxina

Corrente Glicina Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

95 110 123 55 54 48

80,8 13,3

0,00001

94 111 100 74 57 69

84,2 8,4

0,00006

101 105 93 73 55 81

84,7 7,7

0,00016

108 93 93 73 53 98

86,3 8,1

0,00066

110 92 94 76 51 97

86,7 8,4

0,00166

113 94 94 78 50 90

86,5 8,6

DDP Glicina Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

-0,4 0,2

0,0

-0,5

0,4

0,0

0,000001

2,9 3,0 2,9 3,0 2,5 1,7

2,7 0,2

0,00001

3,3 4,4 4,3 3,1 3,2 1,7

3,3 0,4

0,00016

3,7 4,6 4,5 3,4 4,0 1,5

3,6 0,5

0,00166

4,3 4,6 4,5 3,7 4,2 1,9

3,9 0,4

Resistência Glicina

Jejuno Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

31 26 23 55 39 35

34,8 4,7

0,00001

35 40 44 44 50 26

39,8 3,4

0,00016

34 47 47 50 68 16

43,7 7,1

0,00166

37 48 48 51 74 20

46,3 7,2

160

Anexo 16 – Glicina sobre Íleo no Grupo Controle

Corrente Glicina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

48 52 48 61 30

47,8 5,0

0,00001

45 52 52 78 33

52,0 7,4

0,00006

55 59 47 63 39

52,6 4,3

0,00016

65 70 47 87 42

62,2 8,1

0,00066

76 68 50 92 45

66,2 8,6

0,00166

87 82 56 95 45

73,0 9,6

DDP Glicina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,0 0,1 0,0 -0,5 0,0

0,000001

1,1 1,6 1,8 1,7 0,9

1,4 0,2

0,00001

0,9 1,6 2,0 1,4 1,4

1,5 0,2

0,00016

1,2 1,9 2,0 1,5 2,1

1,7 0,2

0,00166

1,6 2,3 2,5 1,9 2,7

2,2 0,2

Resistência Glicina Íleo Controle

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

26 31 39 28 34

31,6 2,3

0,00001

22 31 42 17 42

30,8 5,1

0,00016

19 27 44 17 50

31,4 6,7

0,00166

19 28 45 20 65

35,4 8,7

Anexo 17 – Glicina sobre Íleo no Grupo Toxina

Corrente Glicina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

127 109 120 77 123

111,2 9,1

0,00001

132 99 111 108 127

115,4 6,1

0,00006

134 100 112 112 120

115,6 5,6

0,00016

135 98 108 118 112

114,2 6,1

0,00066

133 97 110 116 105

112,2 6,1

0,00166

136 98 114 108 102

111,6 6,7

DDP Glicina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp

0,0 -0,6 0,7 -0,2 0,6

0,000001

4,5 4,7 4,6 1,8 2,6

3,6 0,6

0,00001

5,0 5,1 5,0 2,5 3,3

4,2 0,5

0,00016

5,5 5,2 5,1 3,2 4,0

4,6 0,4

0,00166

5,7 5,3 5,1 3,3 4,4

4,8 0,4

Resistência Glicina Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

35 43 38 23 22

32,2 4,2

0,00001

36 50 44 23 25

35,6 5,2

0,00016

39 54 48 26 34

40,2 5,0

0,00166

41 54 43 30 42

42,0 3,8

161

Anexo 18 – Alanil-Glutamina sobre Jejuno no Grupo Controle

Corrente

Ala-Glutamina

Jejuno Controle Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

0,000001

32 33 51 44 31

38,2 4,0

0,00001

28 37 51 42 34

38,4 3,9

0,00003

26 40 63 54 34

43,4 6,7

0,00014

31 43 60 49 31

42,8 5,5

0,0003

32 46 67 60 32

47,4 7,1

0,0013

39 55 86 80 34

58,8 10,5

DDP

Ala-Glutamina

Jejuno Controle Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

V. Clamp

0,0 0,9 0,4 0,7 0,0

0,000001

0,7 1,4 1,6 1,4 1,4

1,3 0,2

0,00001

0,7 1,6 1,6 1,4 2,0

1,5 0,2

0,00003

0,8 1,8 1,6 1,5 2,3

1,6 0,2

0,00014

0,8 2,1 1,8 1,7 2,4

1,8 0,3

0,0003

0,8 2,4 2,1 2,4 2,4

2,0 0,3

0,0013

2,4 2,6 2,6 3,0 2,5

2,6 0,1

Resistência

Ala-Glutamina

Jejuno Controle Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

0,000001

25 39 31 33 51

35,8 4,4

0,00003

22 43 25 27 70

37,4 8,9

0,0003

22 50 31 39 78

44,0 9,7

0,0013

20 43 29 37 77

41,2 9,7

Anexo 19 – Alanil-Glutamina sobre Jejuno no Grupo Toxina

Corrente

Ala-Glutamina

Jejuno Toxina

Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

0,000001

86 55 57 100 64

72,4 8,8

0,00001

84 68 57 87 66

72,4 5,7

0,00003

82 87 57 82 68

75,2 5,5

0,00014

83 100 62 80 69

78,8 6,5

0,0003

86 67 83 71

76,8 4,6

0,0013

96 106 107 144 98

110,2 8,7

DDP

Ala-Glutamina

Jejuno Toxina

Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

V. Clamp

0,2 -0,5 0,9 -0,5 0,9

0,000001

3,8 1,7 3,2 2,7 4,2

3,1 0,4

0,00003

4,7 3,4 3,2 3,1 4,6

3,8 0,4

0,00014

4,7 3,4 3,3 3,4 4,6

3,9 0,3

0,0003

4,8 3,4 3,8 4,6

4,2 0,3

0,0013

4,8 4,4 4,1 3,9 4,6

4,4 0,2

Resistência

Ala-Glutamina

Jejuno Toxina

Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

0,000001

44 34 55 27 64

44,8 6,7

0,00003

55 38 54 38 64

49,8 5,1

0,00014

55 38 51 42 63

49,8 4,5

0,0003

55 50 45 60

52,5 3,2

0,0013

49 48 38 26 51

42,4 4,7

162

Anexo 20 – Alanil-Glutamina sobre Íleo no Grupo Controle

Corrente

Ala-Glutamina

Íleo Controle Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

0,000001

68 42 49 57 78

58,8 6,5

0,00001

68 45 53 60 71

59,4 4,8

0,00003

62 49 53 68 88

64,0 6,9

0,00014

73 54 63 85 121

79,2 11,7

0,0003

72 62 106 99 135

94,8 13,0

0,0013

84 87 121 131 155

115,6 13,5

DDP

Ala-Glutamina

Íleo Controle Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

V. Clamp

0,0 0,0 -0,6 -0,1 -0,1

0,000001

1,3 1,3 1,0 1,5 1,5

1,3 0,1

0,00003

1,5 1,7 1,1 1,6 1,8

1,5 0,1

0,00014

1,5 1,7 1,4 2,0 2,9

1,9 0,3

0,0003

1,5 1,8 2,2 2,6 3,4

2,3 0,3

0,0013

1,6 2,3 3,0 3,0 4,1

2,8 0,4

Resistência

Ala-Glutamina

Íleo Controle Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

0,000001

22 30 21 25 21

23,8 1,7

0,00003

24 36 21 24 26

26,2 2,6

0,0003

23 31 22 26 26

25,6 1,6

0,0013

20 26 24 23 25

23,6 1,0

Anexo 21 – Alanil-Glutamina sobre Íleo no Grupo Toxina

Corrente

Ala-Glutamina

Íleo Toxina

Média e.p.m

1 2 3 4 5 6 7 8

0,000001

52 91 140 60 45

77,6 17,5

0,00001

55 94 145 69 43

81,2 18,1

0,00003

60 96 178 100 46

96,0 23,0

0,00014

64 104 155 119 54

99,2 18,5

0,0003

68 115 143 116 61

100,6 15,6

0,0013

73 136 140 116 80

109,0 13,9

DDP

Ala-Glutamina

Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

V. Clamp 0,0

0,7 0,4 -0,4 -0,6

0,000001

3,0 4,4 5,0 2,8 1,5

3,3 0,6

0,00003

3,8 4,6 5,2 4,3 1,5

3,9 0,6

0,0003

4,8 4,9 6,3 5,6 2,3

4,8 0,7

0,0013

5,4 4,2 6,6 5,9 2,6

4,9 0,7

Resistência

Ala-Glutamina

Íleo Toxina

1 2 3 4 5 6 7 8 Média e.p.m

0,000001

60 50 34 47 35

45,2 4,4

0,00003

65 44 29 43 37

43,6 6,0

0,0003

68 44 50 47 37

49,2 5,2

0,0013

73 31 46 53 32

47,0 7,7

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