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Pontifícia Universidade Católica do Rio grande do Sul
Faculdade de Biociências
Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e Molecular
Clonagem, Superexpressão, Purificação e Caracterização da
Proteína Recombinante Humana Fator Estimulador de Colônias de
Granulócitos
Autor
Ana Letícia de Souza Vanz
Orientador
Prof. Dr.Luiz Augusto Basso
Co-orientador
Prof. Dr. Diógenes Santiago Santos
Porto Alegre
Fevereiro de 2008
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Livros Grátis
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Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul
Faculdade de Biociências
Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e Molecular
Clonagem, Superexpressão, Purificação e Caracterização da
Proteína Recombinante Humana Fator Estimulador de Colônias de
Granulócitos
Dissertação apresentada ao
Programa de Pós-Graduação
em Biologia Celular e Molecular
como requisito para obtenção do
grau de Mestre.
Autor
Ana Letícia de Souza Vanz
Orientador
Prof. Dr.Luiz Augusto Basso
Co-orientador
Prof. Dr. Diógenes Santiago Santos
Porto Alegre
Fevereiro de 2008
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i
AGRADECIMENTOS
Aos professores Prof. Dr. Diógenes Santiago Santos e Prof. Dr. Luiz Augusto
Basso pela possibilidade de desenvolver este trabalho de mestrado, o qual me trouxe
enorme crescimento pessoal e científico.
Aos doutores Gaby Renard, Cláudia Paiva Nunes, Eraldo Batista Júnior, Maria
Martha Campos e Jocelei Maria Chies pela ajuda essencial no desenvolvimento desta
pesquisa através de compreensão, conhecimento e enriquecedor convívio.
A todos os colegas do laboratório que de alguma maneira me ajudaram a
concluir este trabalho. Certamente são verdadeiros amigos que estarão sempre
presentes na minha vida.
Ao Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e Molecular da PUCRS.
Ao Laboratório Americano de Farmacoterapia S.A. (FARMASA) pela bolsa de
estudos para realizar o curso de Mestrado.
ii
SUMÁRIO
AGRADECIMENTOS.................................................................................................. i
LISTA DE ABREVIATURAS........................................................................................ iv
RESUMO......................................................................................................................
vi
ABSTRACT.................................................................................................................. vii
1. INTRODUÇÃO......................................................................................................... 1
1.1 ATIVIDADE BIOLÓGICA DO G-CSF..................................................................... 2
1.2 CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR E BIOLÓGICA...............................................
3
1.2.1 Interação com receptor............................................................................. 6
1.3 IMPORTÂNCIA CLÍNICA....................................................................................... 8
1.4 CLONAGEM E EXPRESSÃO DO G-CSF..............................................................
11
1.4.1 Corpos de inclusão: solubilização e renaturação.....................................
12
1.5 IMPORTÂNCIA SOCIAL E ECONÔMICA............................................................. 15
2. OBJETIVOS............................................................................................................. 19
2.1 Objetivo geral......................................................................................................... 19
2.2 Objetivos específicos............................................................................................. 19
3. ARTIGO CIENTÍFICO.............................................................................................. 20
Abstract........................................................................................................................ 23
Background.................................................................................................................. 25
Results and discussion................................................................................................ 27
Conclusion....................................................................................................................
32
Methods........................................................................................................................
33
List of abbreviations..................................................................................................... 39
Competing interests..................................................................................................... 39
iii
Authors' contributions...................................................................................................
39
Acknowledgments........................................................................................................ 40
References................................................................................................................... 40
Figure legends..............................................................................................................
46
4. CONSIDERAÇÕES FINAIS..................................................................................... 56
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................ 58
ANEXO l - Testes de superexpressão......................................................................... 64
ANEXO ll - Testes de solubilização............................................................................. 67
ANEXO lll - Testes de purificação................................................................................ 71
ANEXO IV - Comprovante de aceite para publicação do artigo científico................... 73
iv
LISTA DE ABREVIATURAS
CFU - Unidades formadoras de colônias
CHO – Linhagem celular derivada do ovário de hamster chinês
CSFs - Fatores estimuladores de colônias
E. coli – Escherichia coli
FDA - Departamento de controle de drogas e alimentos dos EUA
FPLC - Cromatografia líquida de rápida performance
hG-CSF- Fator estimulador de colônias de granulócitos humano
rhG-CSF- Fator estimulador de colônias de granulócitos recombinante humano
G-CSF- Fator estimulador de colônias de granulócitos
GM-CSF- Fator estimulador de colônias de granulócitos e macrófagos
GMP – Boas práticas de manipulação
IL-1 – Interleucina 1
IL-3 – Interleucina 3
IL- 4 – Interleucina 4
INF-γ – Interferon γ
IPTG - isopropil β-D-tiogalactopiranosídeo
JAKS - Janus Kinases
kDa – Quilo Dalton
LB – meio de cultura Luria Bertani
LMA - Leucemia Mielóide Aguda
M-CSF- Fator estimulador de colônias de macrófagos
NK - Natural killer
OD
600
–
Densidade ótica à 600 nm
PCR – Reação em cadeia pela polimerase
PMSF- Fenilmetilsulfonil fluoreto
SDS-PAGE – Eletroforese em gel de poliacrilamida com dodecil sulfato de sódio
SDS - Dodecil sulfato de sódio
AIDS – Síndrome da imunodeficiência adquirida
STATs – Transdutores de sinal e ativadores da transcrição
SUS – Sistema Único de Saúde
TNF- α – Fator de necrose tumoral α
v
SEC-HPLC – Cromatografia líquida de exclusão molecular
RP-HPLC – Cromatografia líquida de fase reversa
vi
RESUMO
O fator estimulador de colônias de granulócitos (G-CSF) é uma citocina
hematopoiética que age sobre a linhagem de neutrófilos promovendo proliferação e
diferenciação de seus precursores e ativação dos neutrófilos maduros. O G-CSF é uma
proteína com 18,8 kDa, constituída por 174 aminoácidos possuindo duas pontes
dissulfeto intra-moleculares e uma cisteína livre no resíduo 17. Este biofármaco tem
sido empregado com sucesso em pacientes com câncer que recebem altas doses de
quimioterapia. Além disso, também tem sido usado como tratamento ou profilaticamente
a fim de reforçar o sistema imune em pacientes com HIV, pneumonia, pacientes
diabéticos com infecções nos pés, leucemia e neutropenia febril. Em função desta
ampla aplicação clínica, hG-CSF recombinante tem sido produzido por engenharia
genética em Escherichia coli e foi aprovado para uso em neutropenia provocada por
quimioterapia pelo FDA em 1991. Filgrastima (nome genérico do G-CSF) teve sua
patente expirada em 2006, tornando-se alvo das indústrias farmacêuticas.
Atualmente,
o Brasil é totalmente dependente da importação deste biofármaco. Logo, o objetivo
deste estudo é desenvolver uma metodologia para a posterior produção de uma
Filgrastima nacional. Neste trabalho, o gene para hG-CSF foi construído por PCR,
clonado no vetor de expressão pET23a(+), usando as enzimas de restrição NdeI e
BamHI. Os testes de superexpressão foram realizados em diferentes cepas de E. coli,
mostrando a melhor condição de expressão na fração insolúvel na cepa BL21(DE3). Na
tentativa de solubilizar os corpos de inclusão e purificar a proteína, inúmeros protocolos
foram testados. Por fim, foi descrito um eficiente protocolo de isolamento e solubilização
dos corpos de inclusão por um processo de múltiplos passos de lavagem e um método
de purificação usando somente uma coluna cromatográfica de troca catiônica. A
identidade da proteína foi confirmada por seqüenciamento N-terminal e Western
blotting. A caracterização do rhG-CSF homogêneo, através de SEC-HPLC e RP-HPLC,
mostrou resultados similares aos do padrão internacional. O teste de atividade
biológica, in vivo, demonstrou que o rhG-CSF produzido tem potencial equivalente ao
padrão internacional utilizado. A proteína foi produzida por um processo simples e
econômico, sendo de extrema importância em um processo industrial, podendo trazer
benefícios para a saúde da população.
vii
ABSTRACT
The granulocyte colony stimulating factor (G-CSF) is a hematopoietic cytokine
that acts on cells of the neutrophil lineage causing proliferation and differentiation of
committed precursor and activation of mature neutrophils. The hG-CSF is an 18.8 kDa
protein consisting of 174 amino acid polypeptide chain with two intra-molecular
disulphide bonds and one free cysteine at residue 17. This biopharmaceutical has been
widely used with success in oncology patients who receive high-dose chemotherapy. It
is also used as treatment and prophylactically to improve the immune system in patients
with HIV, pneumonia, diabetic foot infections, leukemia and febrile neutropenia. Based
on this large clinical application, the recombinant hG-CSF has been produced in
genetically engineered Escherichia coli and was approved for use in chemotherapy-
induced neutropenia by the U.S Food and Drug Administration in 1991. Filgrastim
(generic name of G-CSF) lost its patent protection in 2006 becoming a target of Brazilian
pharmaceutical industries. Currently, Brazil is totally dependent of the importation of this
biopharmaceutical. Therefore, the aim of this work is to develop a methodology for
subsequent production of a national Filgrastim. In this work the granulocyte colony-
stimulating factor gene was assembled by PCR, Its amplicon was cloned into pET23a(+)
expression vector using NdeI and BamHI, restriction enzymes. The overexpression was
tested in different strains of E. coli cells and the best condition for expression of the
protein was in the BL21(DE3) strain. In order to solubilize the inclusion bodies and purify
the protein, many protocols have been tested. Finally, it was described an efficient
protocol of isolation of inclusion bodies through a multi-step washing procedure and
purification method of the recombinant protein from inclusion bodies using only a
cationic exchange column.
The immunoassay and N-terminal sequencing confirmed the
identity of rhG-CSF. Characterization of homogeneous rhG-CSF using SEC-HPLC and
RP-HPLC has shown similarity to the international standard. The biological activity
assay, in vivo, has shown an equivalent biological effect to those obtained with the
standard reference rhG-CSF. The protein rhG-CSF was produced through simple, cost
effective and economically feasible process of rhG-CSF, which has extreme importance
to the industrial process and healthcare community.
1
1. INTRODUÇÃO
A produção de células hematopoiéticas é mantida pelas células-tronco
pluripotentes comuns na medula óssea (1), as quais representam em torno de 0,01%
das células nucleadas (2). Estima-se que para a manutenção do pool de células
hematopoiéticas de um adulto que pese 70 kg, a medula óssea deva produzir
aproximadamente um trilhão de células ao dia (2).
A diferenciação celular inicia-se a partir das células-tronco pluripotentes que
se dividem para gerar mais células-tronco (auto-renovação) e várias células
progenitoras comprometidas (geralmente designadas como Unidades Formadoras
de Colônias - CFU), que são capazes de originar apenas alguns tipos celulares. As
células progenitoras comprometidas diferenciam-se em células sangüíneas maduras
sob a influência de moléculas sinalizadoras chamadas Fatores Estimulantes de
Colônias (CSFs), entre elas está o Fator Estimulador de Colônias de Granulócitos,
G-CSF (do inglês, granulocyte colony stimulating factor) (Figura 1) (1).
2
Figura 1. Diferenciação celular.
Fonte: Lodish H. et al. (3)
Estas citocinas são secretadas pelo estroma, que é o espaço medular
constituído por fibroblastos, adipócitos, macrófagos, linfócitos, células endoteliais e
matriz extracelular. O estroma constitui o microambiente que possibilita o
crescimento e a diferenciação das células hematopoiéticas (2,4).
1.1 ATIVIDADE BIOLÓGICA DO G-CSF
A primeira linha de defesa celular contra agentes infecciosos compreende:
granulócitos polimorfonucleares, macrófagos, células NK (do inglês, Natural Killer) e
linfócitos citotóxicos (5,6). Assim, o fator estimulador de colônias de granulócitos (G-
CSF) torna-se uma das principais citocinas envolvidas na estratégia de defesa do
sistema imune (5), pois seu papel é estimular a proliferação, diferenciação e
3
atividade dos granulócitos polimorfonucleares (7,8). Estas células exercem sua
função de defesa por quimiotaxia, fagocitose, morte intracelular e liberação de vários
produtos, incluindo enzimas lisossomais (5).
Os granulócitos recebem esta denominação por possuírem grânulos
densamente coráveis em seu citoplasma, e se dividem, segundo Janeway e
colaboradores (9) em:
-neutrófilos: que são as células fagocitárias mais numerosas e importantes da
resposta inata;
-eosinófilos: importantes na defesa contra infecções por parasitas e em respostas
alérgicas;
-basófilos: participam de reações de hipersensibilidade imediata e têm
provavelmente uma função similar e complementar a dos eosinófilos e mastócitos.
O G-CSF atua principalmente promovendo a maturação dos neutrófilos e
estimulando sua atividade fagocítica e quimiotática, além de estar envolvido com o
processo de segmentação nuclear dos neutrófilos maduros. O G-CSF também atua
em outras linhagens celulares, apresentando um importante papel na mobilização de
células-tronco hematopoiéticas da medula óssea para a circulação (10). Também é
capaz de modular a resposta inflamatória, reduzindo a liberação as citocinas pró-
inflamatórias por monócitos e macrófagos ativados (11).
1.2 CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR E BIOLÓGICA
O G-CSF é produzido por uma variedade de células, das quais monócitos e
macrófagos são considerados os maiores produtores. O aumento da produção e
liberação desta proteína tem sido observado após estimulação com:
4
- lipopolissacarídeos (LPS): um componente da parede celular de bactérias Gram-
negativas;
- IL-1 e TNF-α: citocinas pró-inflamatórias que coordenam respostas do organismo
contra infecções;
- IL-3: interleucina relacionada com hematopoiese;
- IL-4: interleucina envolvida na ativação de células B e síntese de eosinófilos;
- GM-CSF: fator estimulador de granulócitos e macrófagos;
- M-CSF: fator estimulador de macrófagos;
- INF-γ: possui ação antiviral;
- Mycobacterium avium.
Além disso, outras células como fibroblastos, células endoteliais, linfócitos T e
granulócitos polimorfonucleares estão relacionados com a produção de G-CSF
(9,10).
A Filgrastima (nome genérico do G-CSF)
é uma molécula monomérica em
solução que possui uma seqüência de 174 aminoácidos e tem peso molecular
aproximado de 18,8 kDa. A molécula contém um resíduo de cisteína livre na posição
17 e duas pontes dissulfeto, Cys
(36)-
Cys
(42)
e Cys
(64)
-Cys
(74)
, que são importantes
para a estabilidade estrutural da proteína e dobramento correto desta longa cadeia
de aminoácidos (Figura 2) (8).
5
Figura 2. Seqüência de aminoácidos do G-CSF. Duas pontes dissulfeto. segmentos em
α- hélice,
segmentos em folhas-β .
Fonte: Lu S. et al (8)
A estrutura secundária da molécula contém aproximadamente 69% de α-
hélice, 4% de folha-β, 5% de β-curvatura, sendo que o restante da molécula ainda
não foi caracterizado (Figura 2) (8). É composta por quatro hélices, denominadas A,
B, C e D, como mostra a Figura 3. A hélice A forma-se entre os resíduos 11-39, a B
entre 71-91, a C entre 100-123 e a D entre 143-172 (12).
6
Figura 3. Estrutura do G-CSF
Fonte: Hill C. et al. (12)
O gene que codifica para o G-CSF em humano está localizado no
cromossomo 17 q21-22 (13). A forma nativa produzida naturalmente é glicosilada, o
que confere resistência à degradação por proteases e pode influenciar toda a
estrutura da proteína. A glicosilação também parece prevenir a agregação da
proteína pelo aumento da solubilidade e estabilidade desta molécula que é
altamente hidrofóbica em pH neutro. Porém, tanto a forma nativa quanto a não
glicosilada apresentam atividade biológica (14).
1.2.1 Interação com receptor
Todos os efeitos biológicos do G-CSF são mediados via ativação do receptor
G-CSF (G-CSFR), um membro da superfamília de receptores de citocinas tipo l. O
receptor de G-CSF humano é conhecido por CD114. Este receptor é primeiramente
expresso em progenitores neutrofílicos e neutrófilos maduros, transmitindo
principalmente sinais de proliferação, diferenciação e sobrevivência destas células.
Pode também ser encontrado em monócitos, com a função de atenuar a liberação
de citocinas pró-inflamatórias quando estas células se encontram ativadas. Foi ainda
7
identificado em plaquetas maduras e várias outras células não hematopoiéticas e
tecidos, incluindo células endoteliais, placenta e células de leucemia mielóide. A
maturação de neutrófilos permite um aumento da expressão dos receptores, sendo
que cada célula pode apresentar aproximadamente 200-1000 receptores (10).
A maioria das citocinas, incluindo o G-CSF, liga-se a receptores que podem
ativar as proteínas de regulação gênica mantidas em estado latente na membrana
plasmática. Os receptores de G-CSF estão associados à tirosinas quinases
citoplasmáticas chamadas Jaks (Janus quinases) - JAK1, JAK2 e TYK2 -, que são
ativadas quando esta citocina liga-se ao receptor. Após a ligação, as duas cadeias
do receptor ficam próximas e as Jaks se fosforilam reciprocamente ativando-se que,
por sua vez, fosforilam as tirosinas do receptor criando um local para ligação das
proteínas reguladoras gênicas citoplasmáticas STATs ( do inglês Signal Transducers
and Activators of Transcription) - STAT1, STAT 3 e STAT 5. Estas possuem o
domínio SH2, que se liga ao receptor. Depois da ligação, as Jaks fosforilam e ativam
estas proteínas regulatórias causando dissociação do receptor. Por meio do domínio
SH2 ocorre a formação de dímeros pelas duas STATs. Então, estas proteínas
direcionam-se ao núcleo, onde estimulam a transcrição de genes-alvo específicos
(Figura 4) (1).
8
Figura 4. Rota de sinalização Jak-STAT ativado por citocina.
Fonte: Alberts et al. (1)
A resposta mediada por STATs é freqüentemente regulada por mecanismo de
retroalimentação negativa. Os dímeros de STAT também podem ativar genes que
codificam proteínas inibitórias. Estas se ligam tanto no receptor de citocina como na
própria STAT bloqueando a cascata de sinalização. Entretanto, este mecanismo
pode não ser suficiente para bloquear totalmente a cascata, ocorrendo uma
inativação das Jaks e STATs por desfosforilação, através de enzimas específicas
(1).
1.3 IMPORTÂNCIA CLÍNICA
Baseado nas atividades biológicas, o G-CSF tem sido usado no tratamento de
diversas patologias, sobretudo
em neutropenias provocadas pela quimioterapia
9
usada no tratamento de tumores, pela radioterapia e pelo uso de drogas que
suprimem a produção de células mielóides (5,15,16). Desde 1991, o uso deste
biofármaco é liberado pela agência reguladora dos Estados Unidos U.S. Food &
Drug Administration (FDA), com a finalidade de diminuir a incidência de infecções
associadas com neutropenia induzida por quimioterapia em pacientes com câncer
(17).
O quadro de neutropenia se caracteriza pela diminuição da contagem normal
de neutrófilos no sangue, sendo que para um adulto estes valores são de 1500 a
7000/mm
3
(1,5 – 7,0 x 10
9
/L). Segundo Kufe e colaboradores (18), os níveis de
neutropenia se dividem em:
- neutropenia média, quando a contagem de neutrófilos fica entre 1000/mm
3
(1,0 x
10
9
/L) e 1500/mm
3
(1,5 x 10
9
/L);
- neutropenia moderada, quando a contagem de neutrófilos fica entre 500/mm
3
(0,5
x 10
9
/L) e 1000/mm
3
(1,0 x 10
9
/L);
- neutropenia severa, quando a contagem de neutrófilos fica abaixo de 500/mm
3
(0,5
x 10
9
/L).
A associação de neutropenia e infecções continua sendo a maior causa de
morbidade e mortalidade em pacientes com câncer que recebem tratamento de
quimioterapia (15). Inúmeros estudos vêm apresentando resultados positivos com o
uso de G-CSF nestes pacientes. Crianças com câncer que recebem doses elevadas
de quimioterapia se tornam suscetíveis a infecções, e a severidade destas infecções
está diretamente relacionada com a duração da neutropenia causada pela
quimioterapia. Nos últimos 10-15 anos, a terapia profilática com G-CSF tem
apresentado bastante sucesso tanto em pacientes adultos como crianças. Análises
adicionais mostraram que a incidência de neutropenia febril, bem como a duração da
neutropenia, os dias de hospitalização e a terapia com antibióticos diminuem
10
expressivamente com o uso profilático de fatores de crescimento, entre eles o G-
CSF (16). Um estudo realizado por Carbonero e colaboradores (15) em pacientes
neutropênicos portadores de tumor sólido tratados com quimioterapia mostrou uma
melhora clinicamente relevante e a conseqüente diminuição dos custos hospitalares
após o uso de G-CSF.
Embora ainda existam controvérsias em relação ao uso de G-CSF em
pacientes com Leucemia Mielóide Aguda (LMA), um estudo de Harrousseau e
colaboradores (19) realizado com pacientes em tratamento quimioterápico,
demonstrou que a administração de G-CSF rotineiramente após as sessões de
quimioterapia reduz não somente o tempo de neutropenia, mas também diminui
significativamente os dias de hospitalização e terapia com outras drogas como
antibióticos e/ou antifúngicos. Nesta análise, o autor ressalta que o impacto destes
resultados na diminuição dos gastos hospitalares deveria ser analisado.
Nos últimos anos, outros alvos para o uso de G-CSF vêm sendo
apresentados, como o tratamento de infecções em pacientes não neutropênicos, a
fim de melhorar sua defesa imune, bem como medida preventiva (5,6). Entre eles,
há relatos de benefícios em caso de peritonites e infecção tecidual em ratos e
camundongos (5).
Babalola e colaboradores (20) propuseram, em um estudo com
camundongos, avaliar a eficiência da administração conjunta de G-CSF e do
antibiótico ceftazidima no tratamento de pneumonia causada por Pseudomonas
aeruginosa, tanto em hospedeiros neutropênicos como não-neutropênicos, após a
indução de infecção. Este estudo apresentou resultados satisfatórios, sugerindo uma
nova opção de tratamento para pneumonia, devido aos resultados positivos obtidos
em pacientes neutropênicos.
11
Análises adicionais realizadas em pacientes portadores de HIV em estágio
avançado demonstraram que a administração de G-CSF foi efetiva na prevenção de
neutropenia severa, levando a uma redução na incidência e duração de infecções
bacterianas e diminuição dos dias de tratamento com antibióticos por via intravenosa
e dias de hospitalização. Estes resultados sugerem que o uso de Filgrastima permite
a manutenção de uma contagem normal de neutrófilos, promovendo um benefício
clínico significativo em pacientes portadores de HIV (21).
Outro estudo foi realizado em pacientes com diabetes dependentes de
insulina com infecção nos pés, cuja ocorrência é muito comum neste tipo de
paciente. Foi demonstrada uma significativa melhora na erradicação de patógenos,
encurtando o tempo de internação no hospital e diminuindo o uso de antibióticos
(22).
Devido ao aumento do número de pacientes com problemas no coração nos
últimos 40 anos, se fazem necessárias novas estratégias de tratamentos. Um estudo
feito por Harada e colaboradores (23) sugere que citocinas hematopoiéticas, como
G-CSF, podem ser capazes de melhorar a função cardíaca e reduzir a taxa de
mortalidade após infarto no miocárdio em camundongos. Essa ação se dá
possivelmente pelo efeito protetor sobre os cardiomiócitos, a promoção da
angiogênese e a prevenção da remodelação cardíaca do ventrículo esquerdo após
infarto.
1.4 CLONAGEM E EXPRESSÃO DO G-CSF
A clonagem molecular e expressão do gene do G-CSF humano foram
descritas primeiramente por dois grupos de pesquisa e publicados por: Nagata, 1986
e Souza, 1986 (24,25). O grupo de pesquisa liderado por Larry Souza clonou o gene
12
do G-CSF e produziu a proteína recombinante. Em 1989, junto com o laboratório
americano AMGEN, patenteou o processo (Patente US 4,810,643) e lançou no
mercado o produto nomeado Neupogem
®
(Filgrastima) (26).
A proteína recombinante pode ser expressa na forma glicosilada em células
eucarióticas (linhagem celular derivada de ovário de Hamster chinês - CHO) e na
forma não-glicosilada, com uma metionina extra na posição N-terminal em
procariotos (E. coli). Entre muitos organismos, a enterobactéria E. coli é um dos
procariotos mais utilizados para manipulação genética e produção industrial de
proteínas heterólogas para fins terapêuticos. E. coli oferece várias vantagens,
incluindo sua estrutura molecular bem caracterizada, altos níveis de expressão de
proteínas heterólogas, crescimento em meio de cultura de baixo custo, acúmulo
rápido de biomassa e simples processo de escalonamento (27,28).
1.4.1 Corpos de inclusão: solubilização e renaturação
A superexpressão de proteínas eucarióticas recombinantes, por exemplo, G-
CSF, no citoplasma de E. coli freqüentemente demanda a formação de pontes
dissulfeto e modificações pós-traducionais, como a glicosilação, para alcançar uma
conformação igual à nativa e biologicamente ativa. Isto pode ser um desafio, pois a
maquinaria de ligação da proteína e a condição conformacional em procariotos são
diferentes dos eucariotos, muitas vezes levando à deposição de proteínas na forma
inativa de agregados insolúveis, conhecidos como corpos de inclusão (27,29). Além
disso, o uso de promotores fortes e altas concentrações de indutores permite uma
super produção de proteína, que algumas vezes pode exceder 50% do total das
proteínas bacterianas. Nestas condições, o dobramento correto da proteína é
prejudicado (27).
13
Os corpos de inclusão podem ser observados em microscópio óptico na forma
cilíndrica ou ovóide, com cerca de 2 µm
3
. Apesar de ser uma partícula densa, é
altamente hidratada e apresenta poros em sua superfície (30).
O correto dobramento da proteína e sua forma biologicamente ativa podem
ser obtidos a partir dos corpos de inclusão por completa desnaturação, seguida de
renaturação in vitro. A solubilização pode ser alcançada com ajuda de agentes
desnaturantes como: uréia, cloreto de guanidina e N-laurosyl-sarcosine (29,31), os
quais provocam um completo ou parcial desdobramento na estrutura das proteínas
(32). A renaturação pode ser alcançada por diminuição gradativa da concentração
do desnaturante utilizado por troca de tampão, empregando diálise e cromatografia
de gel filtração. Por consumir muito tempo e freqüentemente produzir baixas
quantidades da proteína ativa, este processo todo não é tão simples de ser
realizado, podendo resultar em passos adicionais no processo industrial, muitas
vezes não sendo conveniente (32).
Uma das estratégias para evitar a formação destes agregados é a expressão
do gene em baixas temperaturas, sendo que a vantagem é a diminuição do grau de
transcrição, tradução e redução da força de interação hidrofóbica a qual contribui
para o dobramento errôneo da proteína (27,33,34). Outra alternativa é reduzir a taxa
de síntese da proteína alvo, promovendo um dobramento adequado desta. Isto pode
ser alcançado usando promotores fracos ou diminuindo a concentração de indutores
(27).
Uma das estratégias também empregadas na prevenção da formação de
corpos de inclusão é a coexpressão de chaperonas moleculares (35). As chaperonas
são proteínas que se ligam a proteínas não dobradas ou a cadeias polipeptídicas
parcialmente dobradas para evitar a associação imprópria de segmentos
hidrofóbicos expostos, os quais poderiam levar a um dobramento não-nativo, além
14
de agregação de polipeptídeos e à precipitação (36). Embora seja uma idéia atrativa,
não garante o correto dobramento de proteínas recombinantes, visto que estas
moléculas podem não estar em uma quantidade suficiente para atingir esse objetivo
nas células bacterianas. Estudos mostram que diferentes chaperonas podem ser
limitadas a diferentes polipeptídeos (35).
No entanto, a expressão de proteínas na forma de corpos de inclusão pode
ser vantajosa. Inicialmente, os corpos de inclusão podem se acumular no citoplasma
em altos níveis, muitas vezes ultrapassando 25% do total de proteínas. Além disso,
eles contêm uma grande quantidade de proteína praticamente pura. Como eles não
têm atividade biológica, facilitam assim a produção de proteínas tóxicas em E. coli.
Outro grande benefício é que esses agregados insolúveis são, na maior parte,
protegidos de degradação proteolítica, permitindo alta produção protéica. E
finalmente, a produção de proteína pode ter um aumento significativo quando
produzida por alta densidade de cultura celular (37). O desafio é tirar vantagem
desses altos níveis de expressão, sendo capaz de converter proteínas na forma de
corpos de inclusão em produtos solúveis e bioativos (32).
Embora existam descritos na literatura diversos protocolos, a estratégia geral
usada envolve basicamente três passos: isolamento e lavagem dos corpos de
inclusão, solubilização das proteínas agregadas e refolding.
Desta maneira, as células que contêm corpos de inclusão são rompidas e
estes podem ser separados por centrifugação. Os passos de lavagem são então
utilizados para remover proteínas de membrana e outros contaminantes. Geralmente
são usados: agentes quelantes como EDTA, para impedir a oxidação de cisteínas;
baixas concentrações de desnaturantes e detergentes fracos como Triton X-100,
deoxicolato e octilglucosídeo e inibidores de enzimas proteolíticas como PMSF
(Fenilmetilsulfonil fluoreto). Os procedimentos de solubilização são normalmente
15
baseados em agentes desnaturantes como uréia e cloreto de guanidina, detergentes
e/ou exposição destes corpos de inclusão a pH extremos. O último passo é a
renaturação da proteína pela remoção do excesso de desnaturante, pelo uso das
técnicas de diálise e cromatografia de gel filtração (30,32).
A recuperação de proteínas ativas a partir de corpos de inclusão é um
processo complexo, embora existam diferentes protocolos que possam guiar esses
procedimentos de acordo com o produto final desejado. Assim, a produção
econômica do biofármaco Filgrastima em escala industrial é um grande desafio em
relação a sua biossíntese e otimização.
1.5 IMPORTÂNCIA SOCIAL E ECONÔMICA
A garantia de acesso a medicamentos é parte integrante e essencial de uma
adequada política assistencial em saúde. Em 1993, o Estado criou o Programa de
Medicamentos Excepcionais (38). Os medicamentos incluídos no programa são
aqueles de alto valor unitário e/ou usados para tratamento crônico, se tornando
excessivamente caros para serem adquiridos pela população. Utilizados no nível
ambulatorial, a maioria deles é de uso prolongado e parte deles integra tratamentos
que duram a vida toda de um paciente. Essa política tem enorme alcance em todas
as classes sociais, uma vez que, se não fossem distribuídos gratuitamente, tais
medicamentos seriam acessíveis a poucas pessoas em função do alto custo.
Em termos operacionais, os recursos para aquisição destes medicamentos
são transferidos pelo Ministério da Saúde para as Unidades Federativas. Desde o
início do programa, muitas inclusões e exclusões foram realizadas, sendo que em
2006 estavam na lista 226 medicamentos ditos excepcionais. Do total de recursos
aplicados pelo governo federal na assistência farmacêutica em 2006 (mais de R$4,2
16
bilhões), um terço (R$1,4 bilhão) foi investido no financiamento de medicamentos
excepcionais (38,39,40).
Dentre estes medicamentos, se encontra o biofármaco Filgrastima. Em
novembro de 2002, o Ministério da Saúde redigiu um protocolo clínico considerando
os seguintes critérios de inclusão de pacientes para o tratamento com G-CSF:
- mobilização de células progenitoras para transplante de medula óssea;
- neutropenia associada ao transplante de medula óssea (contagem de
neutrófilos igual ou abaixo de 500/mm
3
,
21 dias após o transplante);
- neutropenia induzida por quimioterapia (período mínimo de neutropenia de
10 -14 dias com contagem de neutrófilos abaixo de 500/mm
3
);
- neutropenia crônica grave (contagem de neutrófilos igual ou abaixo de
500/mm
3
);
- Aids com neutropenia (com contagem de neutrófilos abaixo de 1000/mm
3
);
-
anemia aplástica grave em terapia com tripla imunossupressão (contagem de
neutrófilos igual ou abaixo de 200/mm
3
);
- mielodisplasia com neutropenia grave e infecção de repetição (adultos com
anemia refratária com ou sem sideroblastos em anel com contagem de neutrófilos
abaixo de 500/mm
3
e infecções de repetição necessitando de hospitalizações (41).
Os avanços científicos que se iniciaram na primeira metade do século
passado e que culminaram com o conhecimento da estrutura do DNA por Watson e
Crick (42) propiciaram as bases moleculares para permitir o emprego industrial de
microorganismos ou células modificadas geneticamente, objetivando a produção de
proteínas de interesse em diversas áreas e, em especial, na saúde humana. A
engenharia genética permite produzir proteínas terapêuticas, assim como produtos
baseados em ácidos nucléicos, as quais são denominadas biofármacos (43).
17
Uma segunda geração de produtos, denominados “biossimilares” começou a
ser desenvolvida amparada pela Lei de Patentes que regulamenta o tempo de
exclusividade dos dados de processo de produção dos produtos biológicos
inovadores. Em 2005, European Medicines Agency Home (EMEA) emitiu uma série
de esboços no marco da lei estabelecida pela União Européia que estabelecem os
padrões científicos para assistir aos laboratórios no processo de aprovação de
biossimilares (EMEA/CHMP/437/04) (44). O Hormônio de crescimento (Omnitrope)
foi o primeiro biossimilar a ser liberado para uso pelas agências reguladoras da
Europa, em abril de 2006 (45).
Esta segunda geração de produtos biológicos não pode ser considerada
como “genéricos”, pois os testes exigidos para desenvolver estes produtos são muito
mais rigorosos que os realizados para um genérico tradicional produzido por síntese
química. Por esta razão, o termo usado para se referir ao biofármaco não inovador
na Europa é “biossimilar” e nos EUA “Follow-on proteins” (46). Diferentemente da
Europa, nos Estados Unidos as autoridades estudam o assunto de forma extensiva
junto à comunidade científica, mas, até agora (Janeiro de 2008) ainda não foi
aprovada nenhuma regulamentação para produção de biossimilares (47,48).
A Filgrastima, produzida pelo laboratório Amgem Inc, perdeu sua proteção por
patente em 2006. Esse biofármaco representa um mercado global de milhões de
dólares como apresentado na Tabela 1.
18
Tabela1-Vendas Globais de Biofármacos
Produto
Substância
ativa
Laboratório
Expiração
das
Patentes
Vendas globais
(2005 em
$milhões)
Cerezyme imiglucerase Genzyme 2001 933
Humulin insulina humana Eli Lilly 2001 1005
Novolin insulin humana Novo Nordisk 2001 1618
Intron-A interferon alpha2b Schering-Plough 2002 287
Avonex interferon-beta Biogen Idec 2003 1543
Humatrope somatropina Eli Lilly 2003 414
Nutropin somatropina Genentech 2003 370
Procrit eritropoietina J&J 2004 3324
Epogen eritropoietina Amgen 2004 2455
Neupogen filgrastima Amgen 2006 1216
Total 13,165
Fonte
: Adaptado de Pisani and Bonduelle. Opportunities and barriers in the biosimilar
market: evolution or revolution for generics companies? (49)
O uso da engenharia genética é crescente em todo mundo e tem se tornado
uma questão estratégica para o desenvolvimento científico dos principais países
(50).
Logo, o objetivo deste trabalho foi desenvolver uma metodologia para a
posterior produção de uma Filgrastima nacional.
Este trabalho pretende contribuir
para a sensível redução de custos com importação e o fornecimento do fármaco a
um número maior de pacientes que dele necessita para tratamentos de saúde.
19
2. OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
Este estudo faz parte de um projeto maior que visa o escalonamento da
produção de biofármacos adquiridos pelo Sistema Único de Saúde (SUS) federal ou
estadual usados no tratamento de diversos tipos de doenças. O objetivo deste
estudo é a determinação de um eficiente protocolo de superexpressão e purificação
da proteína recombinante humana Fator Estimulador de Colônias de Granulócitos
(G-CSF), que possa ser empregado para produção deste biofámaco em escala
industrial.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
De modo mais concreto, esta proposta abrange os seguintes objetivos
específicos:
1) Construção do gene que codifica para proteína G-CSF;
2) Subclonagem dos produtos da PCR no plasmídeo pCR-Blunt e posterior
subclonagem em vetor de expressão pET23a(+);
3) Determinar protocolo de superexpressão da proteína recombinante em E. coli;
4) Determinar o protocolo de purificação da proteína recombinante pelo emprego
de Cromatografia líquida de rápida performance (FPLC);
5) Seqüenciamento dos aminoácidos da porção N-terminal da proteína
purificada;
6) Análises físico-químicas, de identidade e de atividade biológica da proteína.
20
3. ARTIGO CIENTÍFICO
Title of the article:
Human granulocyte colony stimulating factor (hG-CSF): cloning, overexpression,
purification and characterization
Periodic chosen for submission:
Microbiol Cell Factories
21
Human granulocyte colony stimulating factor (hG-CSF):
cloning, overexpression, purification and characterization.
Ana Letícia S Vanz
1,2,3
, Gaby Renard
3
, Mario S Palma
4
, Jocelei M Chies
3
, Sérgio L Dalmora
5
,
Luiz A Basso
1,2*
, Diógenes S Santos
1,2*
1
Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e Molecular - PUCRS. Av. Ipiranga, 6690 –
Partenon – Porto Alegre, ZIP CODE 90610000 / Phone: + 55 51 33203318 – Brazil.
2
Centro de Pesquisas em Biologia Molecular e Funcional, Instituto de Pesquisas Biomédicas - PUCRS.
Av. Ipiranga, 6681 – Tecnopuc - Prédio 92A - Partenon - Porto Alegre, ZIP CODE 90619900 / Phone:
+55 51 33203629 – Brazil.
3
Quatro G Pesquisa e Desenvolvimento LTDA. Av. Ipiranga, 6681 – Tecnopuc - Prédio 92A -
Partenon - Porto Alegre, ZIP CODE 90619900 / Phone: +55 51 33526560 – Brazil.
4
Laboratório de Biologia Estrutural e Zooquímica, Centro de Estudos de Insetos Sociais,
Departamento de Biologia, Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista - Rio Claro, ZIP
CODE 13506-900 / Phone: +55 19 35264163 – Brazil.
5
Departmento de Farmácia Industrial, Centro de Ciências da Saúde, Universidade Federal de Santa
Maria - Santa Maria, ZIP CODE 97105-900 / Phone: +55 55 33208952 – Brazil.
*Corresponding authors
E-mails adresses:
ALSV:
anavanz@hotmail.com
GR: gaby.re[email protected]
MSP:
[email protected]sp.br
JMC:
jocele[email protected]
SLD:
sdalmo[email protected]
23
Abstract
Background
Biopharmaceutical drugs are mainly recombinant proteins produced by biotechnological
tools. The patents of many biopharmaceuticals have expired, and biosimilars are thus
currently being developed. Human granulocyte colony stimulating factor (hG-CSF) is a
hematopoietic cytokine that acts on cells of the neutrophil lineage causing proliferation and
differentiation of committed precursor cells and activation of mature neutrophils.
Recombinant hG-CSF has been produced in genetically engineered Escherichia coli
(Filgrastim) and successfully used to treat cancer patients suffering from chemotherapy-
induced neutropenia. Filgrastim is a 175 amino acid protein, containing an extra N-terminal
methionine, which is needed for expression in E. coli. Here we describe a simple and low-cost
process that is amenable to scaling-up for the production and purification of homogeneous
and active recombinant hG-CSF expressed in E. coli cells.
Results
Here we describe cloning of the human granulocyte colony-stimulating factor coding DNA
sequence, protein expression in E. coli BL21(DE3) host cells in the absence of isopropyl-β-D-
thiogalactopyranoside (IPTG) induction, efficient isolation and solubilization of inclusion
bodies by a multi-step washing procedure, and a purification protocol using a single cationic
exchange column. Characterization of homogeneous rhG-CSF by size exclusion and reverse
phase chromatography showed similar yields to the standard. The immunoassay and N-
terminal sequencing confirmed the identity of rhG-CSF. The biological activity assay, in vivo,
showed an equivalent biological effect (109.4 %) to the standard reference rhG-CSF. The
homogeneous rhG-CSF protein yield was 3.2 mg of bioactive protein per liter of cell culture.
24
Conclusion
The recombinant protein expression in the absence of IPTG induction is advantageous since
cost is reduced, and the protein purification protocol using a single chromatographic step
should reduce cost even further for large scale production. The physicochemical,
immunological and biological analyses showed that this protocol can be useful to develop
therapeutic bioproducts. In summary, the combination of different experimental strategies
presented here allowed an efficient and cost-effective protocol for rhG-CSF production. These
data may be of interest to biopharmaceutical companies interested in developing biosimilars
and healthcare community.
25
Background
Biopharmaceuticals are medicinal products comprising biotechnology-derived
recombinant proteins as active substances, according to the European Agency for the
Evaluation of Medicinal Products [1]. Biopharmaceuticals have revolutionized the treatment
of many diseases. Some of the biopharmaceutical patents have already expired, thereby
allowing production of follow-on or biosimilar products. Public and private sectors of a
number of countries have been encouraged to share staff, funding and facilities to increase
technology transfers between universities and the industry [2]. It is due to an emerging
multibillion-dollar market for companies willing to produce biosimilar versions of these
products and to potential savings for healthcare payers and consumers that represents a driver
of demand for biosimilars. Filgrastim (recombinant human granulocyte colony stimulating
factor, rhG-CSF), produced by Amgen, had its patent expired in 2006. This biopharmaceutical
generated global sales of $5.6 billion (June 2005 to June 2006) and its market in Europe and
USA has the potential to generate sales of approximately $605 million in 2010 [3].
The granulocyte colony stimulating factor (G-CSF) is central to neutrophil-based
immune defenses due to its regulatory role in the growth, differentiation, survival, and
activation of neutrophils and their precursors [4]. Cancer chemotherapy can suppress
production of these white blood cells, leaving patients vulnerable to potentially life-
threatening infections and sepsis. G-CSF has thus been widely used with success in cancer
patients whose treatment requires high-dose chemotherapy [5]. Furthermore, G-CSF can be
used to reinforce the immune system in patients with HIV, pneumonia, diabetic foot
infections, leukemia and febrile neutropenia [6–10]. Based on this ample clinical application,
the recombinant human G-CSF has been produced in genetically engineered Escherichia coli
and was approved for use in chemotherapy-induced neutropenia by the U.S Food and Drug
Administration in 1991 [11]. It should be pointed out that two types of G-CSF are clinically
available: a glycosylated form (lenograstim) which is produced by using the expression in
26
mammalian cells, and nonglycosylated form (filgrastim) which is produced by using the
expression in E. coli.
Molecular cloning and expression of cDNA for hG-CSF have been described [12, 13].
The mature human G-CSF is a 18.8 kDa protein of 174 amino-acid polypeptide chain with
two intra-molecular disulphide bonds between residues Cys
36
-Cys
42
and Cys
64
-Cys
74
and one
free cysteine at residue 17 [14]. Native hG-CSF has a single O-glycosylation site at Thr
133
,
which protects the protein from aggregation but is not crucial for biological activity [15]. The
recombinant hG-CSF produced by E.coli, has identical biological activity to that of
endogenous protein, but differs in that it contains an N-terminal methionine residue and is not
glycosylated.
Recent publications describe various protocols of cloning, expression and purification
of the rhG-CSF. These protocols involve use of several chromatography columns, high
amount of detergents for the purification of G-CSF [16, 17, 18] and some of them were not
applicable to recombinant G-CSF expressed in E. coli as inclusion bodies [19]. In industry,
production of biopharmaceuticals employing a simple and cost-efffective process involving
fewer steps and yielding high levels of active protein is an essential prerequisite.
Here we describe the cloning of recombinant human granulocyte colony-stimulating
factor gene, protein expression in E. coli cells, a straightforward purification protocol of the
active recombinant protein from inclusion bodies and characterization of rhG-CSF by
analytical methods. We believe that the combination of the different experimental strategies
presented here provides an efficient protocol that may be useful in the industrial process of
rhG-CSF protein production.
27
Results and discussion
Sequence synthesis, cloning and expression
Synthesis of G-CSF coding DNA sequence was carried out by a method developed in
our laboratory, to which a patent has been filed [20]. We used the native sequence of hG-CSF,
without making any modification such as replacement of GC rich regions with AT rich
regions or replacement of rare codons, as have been reported by others [16, 21, 22]. A PCR
amplification fragment consistent with that expected for hG-CSF (522 bp) was detected on
agarose gel (Fig. 1), and its DNA sequence confirmed by automatic sequencing. Recombinant
hG-CSF protein was expressed in insoluble form in E. coli BL21(DE3) host cells. The best
conditions for expression of the rhG-CSF protein in the BL21(DE3) strain were reached at 24
hours in the absence of IPTG induction. In the pET system, target genes are positioned
downstream of bacteriophage T7 late promoter. Typically, production hosts contain a
prophage (λDE3) encoding the highly processive T7 RNA polymerase under control of the
IPTG-inducible lacUV5 promoter that would ensure tight control of recombinant gene basal
expression [23]. In agreement with the results presented here, high levels of protein
expression in the absence of inducer have been shown to occur in the pET system. It has been
proposed that protein expression in the absence of induction is a property of lac-controlled
system when cells approach stationary phase in complex medium and that cyclic AMP,
acetate, and low pH are required to achieve high-level expression in the absence of IPTG
induction, which may be part of a general cellular response to nutrition limitation [24]. We
have previously described this particular feature of the pET system for a number of
recombinant proteins [25, 26, 27]. The growth rates were the same for Escherichia coli
BL21(DE3) host cells harboring either pET 23a(+) (control) or the recombinant pET
23a(+)::rhG-CSF plasmid. The absence of IPTG induction to obtain protein expression is thus
advantageous since cost is reduced. The presence of the rhG-CSF protein was not observed in
28
the soluble fraction of BL21(DE3) host cells (data not shown). SDS–PAGE showed
expression of an insoluble protein with a molecular mass value consistent with that expected
for rhG-CSF (18.8 kDa) (Fig. 2). Interestingly, IPTG induction appears to abolish expression
of rhG-CSF (Fig. 2, lanes: 4, 8, 10, 14). As pointed out above, T7 RNA polymerase in the
pET system is under control of the IPTG-inducible lacUV5 promoter, a system that has been
used to produce substantial amounts of target protein from a wide variety of genes. However,
a few proteins are made in disappointingly small amounts, for reasons that are obvious in
some cases and obscure in others. Some likely reasons for obtaining low levels of expression
are as follows (pET System Manual, Invitrogen): The target protein itself may interfere with
gene expression or with the integrity of the cell, sometimes pulse labeling shows a gradual or
rapid decrease in the rate of protein synthesis as target protein accumulates, or sometimes all
protein synthesis stops before any target protein can be detected, and occasionally,
considerable lysis of a culture is observed. More recently, it has been shown that the
predominant contributory factor for decreased production of target proteins from pET
plasmids is chromosomal mutation in the prophage of BL21(λDE3) host cells, resulting in
decreased levels of functional T7 RNA Polymerase and ensuing reduction in target protein
expression [28]. However, the reason for the lack of rhG-CSF protein expression described
here is not known yet.
Purification and characterization of the recombinant G-CSF
The appropriate genetics for soluble protein production has not yet been established
and thus prevention of inclusion body formation is essentially a trial-and-error process.
Aggregation may be minimized by controlling process parameters such as temperature,
reduction of recombinant protein expression rate, adjusting the codon usage, or by co-
expression of plasmid-encoded chaperones [29]. However, these strategies do not necessarily
result in the same degree of success for different polypeptide chains. Notwithstanding,
29
inclusion bodies can be easily purified and these protein aggregates have also been observed
as a source of relatively pure polypeptide [29]. The recovery of biologically active protein
from inclusion bodies has several advantages: large amounts of highly enriched protein can be
expressed as inclusion bodies; these aggregates are resistant to proteolysis by E. coli
proteases, allowing high-yield protein production; facilitate production of protein that can be
toxic or lethal to the host cell, because inclusion bodies have no biological activity; and,
finally, it can be isolated and purified, decreasing the downstream process [30, 31]. We have
thus employed a strategy to recover active protein from inclusion bodies as described by
others [32]. This strategy involves three steps: inclusion body isolation and washing;
solubilization of the aggregated protein, and refolding of the solubilized protein. Non-ionic
detergents such as Triton X were used to solubilize the bacterial cell wall components that
contaminate the inclusion body preparation. EDTA was added to chelate divalent metal ions,
which maintain the structural integrity of the cell membrane. A second wash procedure
incorporated sodium deoxycholate to remove any residual cell debris particles, especially
lipopolysaccharides units that contribute to the unacceptable levels of endotoxins in protein
preparations from E. coli. The third step using sodium chloride helps displace nucleic acids or
any other contaminants that are non-specifically bound to the G-CSF protein in the inclusion
bodies by ionic interactions.
rhG-CSF was further purified from inclusion bodies by a cationic exchange column,
yielding approximately 3.2 mg of recombinant protein per liter of cell culture. Analysis by
SDS-PAGE from the final step of the purification showed a single band of 18.8 kDa, similar
to reference standard (Fig. 3). The same general pattern was revealed when the sample shown
in Figure 3 was transferred from SDS-PAGE to a nitrocellulose membrane and
immunodetected with G-CSF-specific antiserum, confirming a typical profile (Fig. 4) as
described by others [33, 34]. The first 19 amino-terminal amino acid residues of purified
recombinant protein were determined to be MTPLGPASSLPQSFLLKCL by Edman
30
degradation. These results unambiguously demonstrate purification of rhG-CSF protein and
that the N-terminal methionine was not removed by post-translational processing.
The solubilization of inclusion bodies pellet method described here employed a
combination of small quantity of denaturing agent (2 M urea) and high alkaline pH, different
from the majority of the published protocols that used high concentration of solubilizing agent
(6 - 8 M). Key to the development of an efficient and economic denaturant-based
solubilization step is the determination of the minimum amount of denaturant needed to
solubilize the protein and to allow for full bioactivity recovery in the refolding step. In
addition, the purification protocol of hG-CSF utilizes only one cation exchange column,
which is an improvement upon previous protocols that utilized multiple chromatographic
steps [16, 17, 18, 35]. A method has been described for G-CSF extraction from inclusion
bodies produced in E. coli that used high amount of detergent and chaotropic agent, and hence
additional steps had to be employed to remove these agents, including G-25, CM-cellulose
and G-75 chromatographic columns to obtain pure protein [16]. A G-CSF purification
protocol has been described that employed immobilized metal affinity chromatography
(IMAC) matrix, cation exchange and gel filtration chromatographic steps, the final yields of
the protein are not clearly evident [18]. On a commercial scale, reducing the number of
protein purification steps is practical and economical because each purification step not only
adds to the cost of the final product but also causes successive yield losses of the recombinant
protein.
Physicochemical properties
Characterization of a biological product (which includes the determination of
physicochemical properties, biological activity, immunochemical properties, purity and
impurities) by appropriate techniques is necessary to confirm an efficient expression and
purification protocols. Protein instability encompasses many complicated and interrelated
31
physical and chemical processes. Any of these can occur during the production, isolation and
purification of proteins. Chemical degradations that include, at least, deamidation of
Asparagine and Glutamine side chain and oxidation of Methionine, as well as dimeric forms
and related substances of higher molecular mass, have been recognized to be an important
cause of partial loss in activity of therapeutic proteins [36, 37]. According to Massiero and
coworkers [38], rhG-CSF that undergoes some form of degradation retains only 15 % of
biological activity. The rhG-CSF here described was analysed by HPLC to detect any of these
alterations, including chemical degradation, dimers and related substances of higher
molecular mass.
Figure 5 shows a typical reverse-phase chromatogram of rhG-CSF demonstrating the
resolution of the symmetrical peak that corresponds to hG-CSF with the retention time of
31.6min similar to standard. The deamidates and sulphoxides were analyzed (Fig. 5) and
estimated to be 2.09 % and 2.20 %, respectively. These values are lower than what is
routinely regarded as safe level of 5 % for many biopharmaceuticals [39]. Acidic size-
exclusion chromatography of rhG-CSF (Fig. 6) demonstrates the presence of a small amount
of high molecular weight aggregates (0.26 %) and absence of dimers. This level is lower than
what is routinely regarded as safe (0.5 %) for many biopharmaceuticals [39]. The main peak
represents monomers eluted at a retention time similar to that of the standard. Glycosylated G-
CSF is freely soluble in phosphate-buffered saline. The absence of carbohydrate however
results in a more hydrophobic protein that does not tolerate high salt concentration or neutral
pH. It is thus necessary to run size-exclusion chromatography under acidic conditions. At
higher pH, recovery of monomers is poor and multimers are irreversibly bound to the resin
[40]. The analytical results of recombinant hG-CSF protein reported here are similar to the
reference standard. The characterization of rhG-CSF plays a vital role in its development as
useful therapeutic agent. Physicochemical techniques can produce information about the
32
structure and composition of this therapeutic protein, but cannot yet predict their biological
activity, for which biological assays are required.
Biological potency evaluation
In order to determine the biological potency of rhG-CSF in the present study, we
employed an in vivo model of neutropenia, by treating mice with a single dose of ifosfamine.
The percentage of neutrophils in serum was monitored 6 h after the last rhG-CSF injection or
vehicle injection. The data (Fig. 7) clearly demonstrate that treatment with rh-GCSF in the
sample group produced a significant and dose-dependent increase of neutrophil counts (P
<0.001), when compared to the control group (P < 0.001). The neutrophil counts in the
standard group were not significantly different from that observed in the sample group when
comparing the same doses of rhG-CSF (P > 0.05, for the three doses).
Statistical analysis by the Finney test [41] revealed a biological activity of 109.4 % for
the rhG-CSF in the sample group. It appears to be worth pointing out that the potency of
Filgrastim (rhG-CSF) itself is not described in any Pharmacopoeia, although values ranging
from 90 to 110 % have been suggested for biological medicines, according to the guidelines
from the European Pharmacopoeia [42]. The data presented clearly indicate that the rhG-CSF
produced by the combination of experimental strategies described here can produce biological
effects that are comparable or even superior to those obtained with the standard reference
rhG-CSF. It is thus tempting to infer that generation of rhG-CSF on a large scale using the
protocols described here may represent an interesting option for producing biosimilars.
Conclusions
In this report, we describe an efficient protocol for cloning, expression and purification
of rhG-CSF. The recombinant protein expression in the absence of IPTG may be
advantageous since cost is reduced. In addition, the protein purification protocol by liquid
33
chromatography using a single chromatographic step may be a valuable and cost-effective
approach to large scale production. The physicochemical, immunological and biological
analyses showed that this protocol can be useful to develop therapeutic bioproducts. The data
presented here may be of interest to biopharmaceutical companies interested in developing
biosimilars, which offer a great opportunity to scientific, economical and industrial growth.
Methods
Amplification, cloning and overexpression of hG-CSF coding DNA sequence
Oligonucleotides were manually designed and synthesized, in even numbers,
corresponding to the double stranded DNA, in a sequential manner. The G-CSF nucleotide
sequence (Accession number NM_000759) of 522 bp, was divided in 12 short sequences of
approximately 50 bp each. Oligonucleotides contained overlapping regions of about 10 bases
at their 5’- and 3’-ends. The pairs of oligonucleotides were assembled and PCR amplified to
yield the hG-CSF coding DNA sequence in a step-wise fashion. PCR-amplified DNA
fragments with the expected sizes were detected by 2 % agarose gel electrophoresis stained
with 0.5 µg mL-1 of Ethidium Bromide, purified and another round of PCR amplification
carried out. A thorough description of this method has been presented elsewhere [20]. The
primers employed in the present study are given in Table 1. The primers P1 and P12
contained the restriction sites for, respectively, Nde I and Bam HI. The 522 bp final PCR
product was agarose-gel purified and cloned into the pCR
-Blunt vector (Invitrogen) and
subcloned into the pET 23a(+) expression vector (Novagen) using the Nde I and Bam HI
restriction enzymes (Boehringer Mannheim). The nucleotide sequence of rhG-CSF was
determined in order to confirm the identity, integrity, and absence of PCR-introduced
mutations in the cloned gene. Escherichia coli BL21(DE3) (Novagen) electrocompetent cells
34
were transformed with the recombinant pET 23a(+)::rhG-CSF plasmid and grown on LB agar
plates containing 50 µg mL
-1
of ampicillin. The protocol for recombinant protein expression
described here represents a choice from a number of tests carried out at different experimental
conditions. Soluble and insoluble fractions were analyzed by 12 % SDS-PAGE [43]. To
express and purify the recombinant protein, two liters of 4YT medium (32 g Bacto tryptone,
20 g yeast extract and 5 g NaCl per litre, pH 7.2) containing ampicillin were inoculated with a
single colony and grown in shaker flasks for 24 h at 180 rpm and 37 °C without IPTG
induction. Cells were harvested by centrifugation at 15,900 x g for 30 min at 4ºC and stored at
-20ºC.
Isolation of inclusion bodies
The frozen cell paste was resuspended in lysis buffer (50 mM Tris buffer, at pH 8.0, 1
mM EDTA and 1 mM PMSF) at a pellet:buffer ratio of 1:10 (w/v). The inclusion bodies
containing rhG-CSF were recovered from the cells using a French press (Constant Systems
LTD) under 137.9 MPa. Prior to centrifugation, a 1:2 dilution of the lysate was carried out to
reduce viscosity and to obtain a better yield of inclusion bodies. The resulting lysate solution
was centrifuged at 48,000 x g for 30 minutes at 4°C to pellet the inclusion bodies. The
supernatant was discarded, and the fraction containing the inclusion bodies was subjected to a
three-step wash procedure to eliminate endotoxins, proteins and DNA of the host cells. In all
steps, the pellet was suspended in the specific buffer at 1:40 (w/v) ratio at room temperature,
stirred for 30 min and re-pellet by centrifugation. The first buffer was comprised of: 50 mM
Tris, pH 8.0, 5 mM EDTA and 2 % Triton X-100. The composition of the second buffer was
50 mM Tris, pH 8.0, 5 mM EDTA, 1% sodium deoxycholate. In the third wash step, the wash
buffer contained 50 mM Tris buffer, pH 8.0, 5 mM EDTA, and 1 M NaCl.
35
Solubilization and purification
The protocol of solubilization and denaturation of rhG-CSF in inclusion bodies
employed a combination of solubilization agent (2 M urea) and high alkaline pH. The
solubilized pellet was stirred for 30 min at room temperature, after diluting the protein to a
concentration of 2 mg mL
-1
. Acetic acid was added to bring the pH to a value of 8.0.
Refolding of 190 mL of the solubilized protein was carried out by dialysis (MWCO 6,000-
8,000 Da) in two steps for 12-16 hours. The first one was carried out against 4 L 50 mM Tris
HCl pH 8.0 and the second step against 4 L 25 mM sodium acetate buffer pH 4.5 (buffer A).
The purification protocol was performed using the ÄKTA System (GE Healthcare). The
soluble protein was purified on a cation exchange column, HiPrep Resource S column (GE
Healthcare), preequilibrated with buffer A, and the adsorbed material was washed with buffer
A (4 column volumes), eluted with a linear gradient of 0.2 to 0.26 M Tris HCl pH 8.0 (10
column volumes), 0.26 – 1.0 M Tris HCl pH 8.0 (5 column volumes), followed by an
isocratic elution with 1.0 M Tris HCl pH 8.0 (5 column volumes) at a flow rate of 1 mL min
-1
.
The recombinant hG-CSF eluted between 0.207 – 0.215 M Tris HCl pH 8.0. Protein
expression and all protein purification steps were analyzed by 12 % SDS-PAGE, and protein
concentrations were determined by the method of Bradford et al. [44] (Bio-Rad Laboratories).
N-terminal amino acid sequencing
The N-terminal amino acid residues of homogeneous recombinant hG-CSF were
identified by automated Edman degradation sequencing as we have described elsewhere [45].
Western Blotting
Recombinant rhG-CSF on 12 % SDS-PAGE was transferred to a nitrocellulose
membrane by electrophoresis at a constant voltage of 70V in 25 mM Tris pH 8.8, 192 mM
glycine, containing methanol 20 %, for 1h using a Trans-blot apparatus (Bio-Rad, USA). The
36
membrane was blocked for 1 h at room temperature by 50 mM sodium phosphate, 150 mM
sodium chloride pH 7.0, containing 5 % (w/v) dried skim milk powder. The membrane was
incubated for 1 h at room temperature with 1.5 µg G-CSF polyclonal antibody (Santa Cruz
Biotechnology), in milk-containing phosphate buffered saline as above. The blot was then
incubated with a secondary antibody conjugated with horseradish peroxidase (HRPO)
(1:1000), and diaminobenzidine (DAB) was used for the development of signal. The size
(molecular mass) of the protein was compared to pre-loaded standards (Santa Cruz
TM
molecular weight standards).
Reverse phase liquid chromatography (RP-HPLC) analysis
The sulphoxides and deamidates were analyzed as we have described elsewhere [46].
A HPLC system (Shimadzu, Kyoto, Japan) equipped with an SCL-10A
vp
system controller,
LC-
10AD
vp
pump, DGU-14A degasser, SIL-10AD
vp
autosampler, and an SPD-M10A
vp
photodiode array (PDA) detector was used. The detector was set at 280 nm and peak areas
were integrated automatically by computational analysis, using a Shimadzu Class VP
®
software program. The experiments were carried out on reversed phase Phenomenex
(Torrance, USA) Jupiter C4 column (250 x 4.6 mm I.D, with a pore size of 30 nm). The liquid
chromatography system was operated at controlled room temperature (25 °C). The elution
was performed by a fast gradient at a constant flow rate of 0.5 mL min
-1
. Mobile phase A
consisted of water: acetonitrile (90:10 v/v) containing 0.1% trifluoroacetic acid (TFA) and
mobile phase B consisted of water: acetonitrile (20:80, v/v) containing 0.1% TFA. The
injection volume was 50 µL for both standard and sample. The Filgrastim substance reference
used was from NIBISC (National Institute for Biological Standards and Control).
37
Size exclusion chromatography (SEC-HPLC) analysis
The detection of dimers and monomers was performed as we have described
elsewhere [33]. The HPLC system (Shimadzu, Kyoto, Japan) equipped with an SCL-10A
vp
system controller, LC-
10AD
vp
pump, DGU-14A degasser, SIL-10AD
vp
autosampler, and an
SPD-M10A
vp
photodiode array (PDA) detector was used. The detector was set at 214 nm and
peak areas were integrated automatically by computational analysis, using a Shimadzu Class
VP
®
software program. The experiments were carried out on size exclusion Phenomenex
(Torrance, USA) BioSep-SEC 2000 column (300 x 7.8 mm I.D., with a particle size of 5 µm
and pore size of 14.5 nm). The HPLC system was operated at room temperature, using mobile
phase of phosphoric acid (pH 2.5; 0.1 M) adjusted by the addition of sodium hydroxide (10
N). At the beginning of the run, 50 µL bovine albumin (1 mg mL
-1
) was injected to reduce
non-specific adsorption. The injection volume was the same for both, standards and samples,
and all determinations were carried out in triplicate. Flow rate was maintained at 1 mL min
-1
.
The Filgrastim substance reference used was from NIBISC (National Institute for Biological
Standards and Control).
Biological Assay
Male 7-8 week-old BALB-c mice (19 - 24 g) obtained from the Department of
Industrial Pharmacy, Health Science Centre, Universidade Federal de Santa Maria (Brazil),
were used in this study. Animals were housed under conditions of optimum light, temperature
and humidity (12 h light-dark cycle, 22 ± 2 °C, 65 % humidity), with food and water provided
ad libitum. All procedures used in the present study were approved by “Principles of
Laboratory Animal Care” from NIH publication No. 85-23 and were approved by the local
Animal Ethics Committee with the registration number 19/2005. The number of animals used
was the minimum necessary to demonstrate the consistent effects.
38
The animals were allocated to sample, standard, and control groups in a fully
randomized order and identified by color code for assay (6 mice per group). Standard and test
sample were diluted to the concentrations of 4, 12, and 36 µg mL
-1
, in phosphate buffered
saline (PBS), containing 0.1% bovine serum albumin (BSA). To induce neutropenia, all mice
received a single dose of ifosfamine (4.3 mg/0.5 mL per animal) by intraperitoneal route, on
day 0, according to the methodology we have described elsewhere [46]. Animals in the
treated groups received multiple injections of 0.5 mL rhG-CSF (standard or sample groups),
from day 1 to day 4. The control group was treated with vehicle (0.1 % BSA in PBS) at the
same schedule of administration. Six hours after the last rhG-CSF injection or vehicle,
peripheral blood was collected from the orbital venus sinus. Smears were prepared on glass
slides and stained by the May-Grünwald-Giemsa method, and the white cells were counted
and expressed as the total number of neutrophils. The Filgrastim standard used was from
NIBISC (National Institute for Biological Standards and Control).
Statistical analysis
The results (% of neutrophils) are presented as the mean ± S.D. of 6 animals.
Statistical comparison of data was performed by one-way analysis of variance (ANOVA)
followed by Bonferroni’s post-test, by means of GraphPad Prism Program (Version 4.0). P-
values less than 0.05 (P < 0.05 or less) were considered significant.
For determining the possible differences in the biological activity between the
standard and the sample groups, the test described by Finney [41] was adopted, through the
parallel line method (3 x 3), using a PLA 1.2 program (Stegmann Systemberatung, Rodgau,
Germany). Analysis of variance was performed for each assay, and the assumption of linearity
and parallelism of the log dose-log response lines was tested (P < 0.05). Statistical weights
were computed as the reciprocal of the variance of the log potency. Estimates of log potency
39
were examined for heterogeneity using a χ
2
test (P = 0.05) and were combined as weight
geometric means of homogeneous estimates (P > 0.05) [47].
List of abbreviations
BSA: bovine serum albumin, DAB: diaminobenzidine, HRPO: horseradish peroxidase, IPTG:
isopropyl-β-D-thiogalactopyranoside , kDa: kilodalton, PBS: phosphate buffered saline
containing, PCR: polymerase chain reaction, PMSF: phenyl methyl sulfonyl fluoride, rhG-
CSF: recombinant human granulocyte colony stimulating factor, RP-HPLC: reverse phase
liquid chromatography, SDS-PAGE: sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel
eletrophoresis , SEC-HPLC: Size exclusion liquid chromatography.
Competing interests
The authors declare that they have no competing interests.
Authors’ contributions
ALSV performed most of the experiments and drafted the manuscript. GR supervised
cloning, expression and purification experiments and helped draft the manuscript. MSP
carried N-terminal protein sequencing analysis. JMC participated in the analysis and
interpretation of protein chemistry results. SLD supervised physicochemical and biological
activity analysis and helped draft the manuscript. The study was conceived and coordinated
by DS and LB, who have also revised the manuscript. All authors read and approved the final
manuscript.
40
Acknowledgements
Financial support for this work was provided by FARMASA (Laboratório Americano
de Farmacoterapia S.A.) to Quatro G P & D. Financial support was also provided by
Millennium Initiative Program MCT-CNPq, Ministry of Health-Department of Science and
Technology and PRONEX/CNPq/FAPERGS (Brazil) to D.S.S. and L.A.B. DSS and LAB.
DSS (CNPq, 304051/1975-06), LAB (CNPq, 5201182/99-5) and MSP (CNPq, 500079/90-0)
are research career awardees of the National Council for Scientific and Technological
Development of Brazil.
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46
Figure legends
Figure 1. Agarose gel electrophoresis of PCR product.
Agarose gel (2%) electrophoresis
of PCR amplified hG-CSF coding DNA sequence. Lane 1: DNA markers (1 Kb Plus DNA
Ladder
TM
, Life Technologies, Gibco BRL); lane 2:
PCR amplification of hG-CSF (522bp).
Figure 2. Analysis of recombinant hG-CSF protein expression by SDS-PAGE.
SDS-
PAGE (12 %) analysis showing the insoluble fractions of heterologous protein expression in
E. coli BL21 (DE3) host cells transformed with either pET 23a(+) (control) or pET
23a(+)::hG-CSF. The best expression conditions were 24 h at 37°C without IPTG addition.
Lane 1: Molecular mass markers (BenchMark
TM
Protein Ladder, Invitrogen), lanes 2,6,12:
control induced with 0.4 mM IPTG and further growth for 3, 8 and 24h respectively; lanes
3,7,13: control without induction and further growth for 3, 8 and 24h respectively; lanes
4,8,10,14: host cells containing the recombinant pET 23a(+)::hG-CSF plasmid induced with
0.4 mM IPTG and further growth for 3, 8, 17 and 24 h respectively; and lanes 5,9,11,15: host
cells containing the recombinant pET 23a(+)::hG-CSF plasmid without IPTG induction andd
further growth for 3, 8,17 and 24 h respectively. The predicted molecular mass of rhG-CSF is
18.8 kDa.
Figure 3. SDS-PAGE of homogeneous rhG-CSF.
SDS-PAGE (12 %) analysis of purified
rhG-CSF showing a single protein band. Lane 1: Protein molecular mass markers
(BenchMark
TM
Protein Ladder, Invitrogen), lane 2: homogeneous rhG-CSF (18.8kDa) after
elution from a cation exchange column, lane 3: reference standard
.
Lanes 2 and 3 contain
1.5µg of total protein each.
47
Figure 4. Western blot of homogeneous rhG-CSF.
A single band was observed for rhG-
CSF transferred to a nitrocellulose membrane and detected using a polyclonal antiserum. Lane
1: crude extract of host cells transformed with pET 23a(+)::hG-CSF; lane 2: crude extract of
host cells transformed with pET 23a(+) (control); lane 3: insoluble fractions of host cells
transformed with pET 23a(+)::hG-CSF; lane 4: insoluble fractions of pET 23a(+); lane 5:
homogeneous hG-CSF; lane 6: reference standard; and lane 7: protein molecular mass
markers (Cruz Marker
TM
).
Figure 5. Reverse-phase HPLC analysis of hG-CSF.
Sulphoxides and deamidates in hG-
CSF were analyzed by Reverse-phase HPLC. 200µg mL
-1
of either sample or standard was
loaded for analysis. (A): homogeneous hG-CSF, peak 1- main peak. (B): reference standard,
peak 1- main peak. Absorbance is in milliabsorbance units (mAU).
Figure 6. Size exclusion HPLC analysis of hG-CSF.
Size-exclusion HPLC
chromatography was employed to detect dimeric forms of hG-CSF. 200µg mL
-1
of either
sample or standard was loaded for analysis. (A): homogeneous hG-CSF, peak 1- monomer
and peak 2- excipient. (B): reference standard, peak 1- monomer and peak 2- excipient.
Absorbance is in milliabsorbance units (mAU).
Figure 7. Biological assay for hG-CSF.
Serum neutrophil counts after treatment with rhG-
CSF. Mice in the standard and the sample groups were treated with different doses of rhG-
CSF (4, 12, and 36 µg/0.5ml/mouse). The control group was treated with vehicle (0.1 % BSA
in PBS). The asterisks represent significant differences in comparison to the control group (**
P<0.001). N = 6 mice per group.
48
Tables
Table 1. Oligonucleotides employed to obtain the coding DNA sequence of hG-CSF.
P1- 5’ AACATATGACCCCCCTGGGCCCTGCCAGCTCCCTGCCCCAGAGCTTCCTGCTC AAGTG 3’
P2- 5’ GCGCTGCGCCATCGCCCTGGATCTTCCTCACTTGCTCTAAGCACTTGAGCA 3’
P3- 5’ GGCGCAGCGCTCCAGGAGAAGCTGTGTGCCACCTACAAGCT 3’
P4- 5’ CCAGAGAGTGTCCGAGCAGCACCAGCTCCTCGGGGTGGCACAGCTTGTAGG 3’
P5- 5’ CACTCTCTGGGCATCCCCTGGGCTCCCCTGAGCAGCTGCCCCAGCCAGGCCCTG CAG 3’
P6- 5’ GGTAGAGGAAAAGGCCGCTATGGAGTTGGCTCAAGCAGCCTGCCAGCTGCA GGGCC 3’
P7- 5’ TTCCTCTACCAGGGGCTCCTGCAGGCCCTGGAAGGGATCTCCCCCGAGTTGGGT C 3’
P8- 5’ TGGTGGCAAAGTCGGCGACGTCCAGCTGCAGTGTGTCCAAGGTGGGACCCAACT C 3’
P9’- 5’ TTTGCCACCACCATCTGGCAGCAGATGGAAGAACTGGGAATGGCCCCT GCC CT 3’
P10- 5’ AAAGCAGAGGCGAAGGCCGGCATGGCACCCTGGGTGGGCTGCAGGGCAGGGG 3’
P11- 5’ CCTCTGCTTTCCAGCGCCGGGCAGGAGGGGTCCTGGTTGCCTCCCATCTGC AGAGCTTCC 3’
P12- 5’AAGGATCC
TCAGGGCTGGGCAAGGTGGCGTAGAACGCGGTACGACACCTCCAGGAAGCTCTG 3’
Primer sequences for construction of hG-CSF. The G-CSF nucleotide sequence (Accession
number NM_000759) of 522 bp, was divided into 12 DNA sequences of approximately 50 bp
each, containing 10-bp overlapping regions at their 5’- and 3’-ends for adjacent
oligonucleotides. The restriction sites, Nde I and Bam HI, are underlined in primers P1 and
P12, respectively.
49
Figure 1
500
600
400
bp
1 2
50
Figure 2
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
15
20
kDa
51
Figure 3
10
15
20
25
kDa
1 2 3
52
Figure 4
53
Figure 5
M inutes
0 10 20 30 40
mAU
0
10
20
30
M inutes
0 10 20 30 4 0
mAU
0
10
20
30
1
1
A
B
54
Figure 6
M inutes
0.0 2. 5 5.0 7.5 10 .0 1 2 . 5
mAU
0
250
500
M inutes
0.0 2. 5 5.0 7.5 10 .0 1 2 . 5
mAU
0
250
500
A
B
1
1
2
2
55
Figure 7
0
10
20
30
40
50
60
70
Control
4 12 36 4 12 36
µ
µµ
µg/0.5 ml/mouse
Ifosfamine 4.3 mg/kg
+ rhG-CSF standard
+ rhG-CSF sample
**
**
**
**
**
**
% of Neutrophils
56
4. CONSIDERAÇÕES FINAIS
O nascimento da indústria da biotecnologia, na década de 70, foi promovido
pela descoberta das tecnologias de DNA recombinante e anticorpos monoclonais.
Desde então, a indústria da biotecnologia se tornou, não só uma das principais
fontes de novos medicamentos como também um motor de crescimento econômico
e social. O desenvolvimento de biofármacos permitiu encontrar opções de
tratamento para doenças crônicas e pouco freqüentes que não possuíam terapia ou
cujas terapias não eram suficientemente bem-sucedidas para todo tipo de paciente.
Atualmente, cerca de 300 milhões de pacientes no mundo são beneficiados com
estes novos medicamentos (44).
Proteínas terapêuticas têm muitas vantagens sobre medicamentos obtidos
por síntese química. Primeiro, devido à natureza complexa dessas proteínas e à alta
especificidade quanto à sua função, a imitação por pequenas moléculas químicas é
extremamente difícil. Além disso, provocam menos efeitos adversos devido a sua
alta especificidade. Por serem moléculas naturais do nosso organismo são bem
toleradas por induzirem pouca resposta imune. Por fim, podem ser usadas no
tratamento de doenças na qual houve deleção ou mutação genética (51).
Com a expiração das patentes dos produtos biológicos inovadores, o
desenvolvimento e produção de biossimilares tornaram-se um mercado possível e
promissor. Neste trabalho foi desenvolvido um eficiente protocolo de expressão e
purificação da proteína recombinante G-CSF em E. coli.
Após inúmeros testes (descritos no Anexo l), a melhor condição para
expressão da proteína foi observada na cepa BL21(DE3) sem a indução por IPTG.
Na tentativa de solubilizar a proteína a partir de corpos de inclusão foram utilizados
não só diferentes agentes solubilizantes, como também um método para romper os
57
corpos de inclusão por diferença de pressão (Anexo ll). O protocolo de purificação é
baseado na lavagem dos corpos de inclusão, solubilização e desnaturação destes,
refolding e uso de apenas uma coluna cromatográfica (troca catiônica) para finalizar
a purificação da proteína. Para definir este protocolo, diferentes colunas
cromatográficas foram testadas. O Anexo lll apresenta os testes mais relevantes.
As análises físico-químicas, imunológicas e de atividade biológica in vivo,
mostraram-se compatíveis quando comparadas com o padrão internacional.
Portanto, os dados demonstraram que esse protocolo pode ser empregado para
produção desta proteína terapêutica.
Este protocolo apresenta vantagens como a expressão da proteína sem a
necessidade de indução por IPTG, o que favorece a diminuição dos custos de
produção. Além disso, o protocolo de purificação do rhG-CSF utiliza somente uma
coluna cromatográfica, mostrando-se mais atraente que outros protocolos que
empregam múltiplas colunas cromatográficas (52,53,54). Em uma escala comercial,
a redução no número de passos durante a purificação da proteína tem importância
econômica e prática, por que cada passo não somente adiciona custos no produto
final como também pode provocar perda na produção da proteína recombinante.
Este é o primeiro passo no desenvolvimento de um biofámaco, o qual está sendo
direcionado para uma escala piloto.
A metodologia estabelecida é econômica e simples, podendo ser reproduzida
em escala industrial. Este é um importante projeto de desenvolvimento tecnológico
concebido no Brasil para produção de biossimilares. Um dos principais impactos
previstos será a diminuição das importações, dado que esse medicamento é
totalmente importado, além do impacto social aumentando o acesso da população a
esses medicamentos.
58
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omnitrope decision. Lawtext Publishing Limited. Disponível em: www.lawtext.com
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http://www.ableindia.org/biosimilars.pdf
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52. Souza L: Production of pluripotent granulocyte colony-stimulating factor.1989.
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53. Boone T, Miller, Allan L, Andresen, Jeffrey W: Method for purifying granulocyte
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54. Porekar VG, Menart V: Process for the purification and/or isolation of biologically
active granulocyte colony stimulating factor. 2005. Patente US 2005/01595589
64
ANEXO l
Testes de Superexpressão
A superexpressão da proteína recombinante humana G-CSF (rhG-CSF) foi
comparada em diferentes cepas de E. coli: BL21(DE3), Rosetta(DE3), C41(DE3),
C43(DE3), C41(DE3)pLys, C43(DE3)pLys. As distintas cepas de E. coli foram
transformadas por eletroporação com o plasmídeo pET-23a(+) contendo o gene de
interesse que codifica para a proteína G-CSF. O mesmo procedimento foi realizado
com o vetor pET-23a(+), sem o gene de interesse clonado, para controle negativo de
expressão. As colônias foram cultivadas em placas contendo meio LB (Luria Bertani)
sólido com os antibióticos apropriados para cada cepa de acordo com a Tabela 1 e
incubadas durante 16h a 37°C.
A colônia selecionada foi inoculada em meio de cultura líquido com os
respectivos antibióticos sob agitação de 180 rpm, e crescida a 37°C até chegar na
fase logarítimica (OD
600
de 0,4-0,6). As culturas foram crescidas com e sem a
adição de 0,4 mM de isopropil β-D-tiogalactopiranosideo (IPTG) e incubadas sob a
agitação de 180 rpm em diferentes temperaturas (37, 25, 15 ou 12°C) por mais 24,
48, 54 ou 72 horas. Após a indução foram coletados 3 mL de cada cultura
periodicamente e centrifugados a 23.000 g por 1 minuto.
Para análise do resultado da expressão, as células foram ressuspensas em
tampão Tris/HCl 10 mM pH 8.0 e posteriormente rompidas por sonicação (3 vezes
por 10 segundos a 21% de amplitude). As frações solúvel (sobrenadante) e insolúvel
(sedimento) foram separadas e analisadas em gel de poliacrilamida 12% (SDS-
PAGE). Os antibióticos utilizados e suas respectivas concentrações finais para o
65
cultivo de cada cepa de E.coli estão listados na Tabela 1. A Tabela 2 apresenta as
diferentes condições testadas.
Tabela 1. Antibióticos utilizados e suas respectivas concentrações finais.
Cepas de E. coli
transformadas
com o plasmídeo pET-23a(+)*
Concentração de uso dos antibióticos
BL21(DE3) 50 µg/mL de Carbenicilina
Rosetta(DE3)
50 µg/mL de C
arbenicilina e 34 µg/mL de
Cloranfenicol
C41(DE3) 50 µg/mL de Carbenicilina
C43(DE3) 50 µg/mL de Carbenicilina
C41(DE3)pLys
50 µg/mL de Carbenicilina e 34 µg/mL de
Cloranfenicol
C43(DE3) pLys
50 µg/mL de Carbenicilina e 34 µg/mL de
Cloranfenicol
Fonte: Protocolo de células competentes - Novagen® - www.novagen.com
* O plasmídeo pET-23a(+) contém um gene de resistência a carbenicilina.
66
Tabela 2: Diferentes condições testadas para expressão da proteína rhG-CSF em E.
coli. As células marcadas com “X” representam as diferentes temperaturas testadas
para cada cepa no meio de cultivo 4YT.
Dentre as condições testadas, apenas as cepas BL21(DE3) e Rosetta (DE3)
sob a temperatura de 37ºC e não induzida, apresentaram a expressão da proteína,
sendo esta na fração insolúvel. Não foi observada sua expressão na fração solúvel
em nenhuma das condições testadas (dados não mostrados).
67
ANEXO ll
Testes de solubilização
1. Prensa de French
Após determinada a expressão de rhG-CSF em BL21(DE3) a 37ºC, foi
necessário estabelecer o protocolo de solubilização visto que a proteína é expressa
em corpos de inclusão. Após crescimento celular, a amostra foi dividida entre três
tubos contento cada tubo 1g de célula ressuspendido em 5mL de Tris HCl 50mM pH
8,0. A amostra foi rompida em diferentes pressões 20.000, 27.000 e 35.000 psi,
sendo que em cada pressão a mesma amostra foi passada 1, 2 e 3 vezes na prensa.
As frações foram separadas por centrifugação a 23.000 g a 4ºC por 30min e então
analisadas. A Figura 1 apresenta as amostras solúveis e insolúveis após
rompimento sob 27.000 psi. As amostras correspondentes a 20.000 e 35.000 psi não
estão representadas, pois apresentaram resultados muito similares. Não foi
observada a proteína rhG-CSF na fração solúvel e nem diferenças com o número
de passagens da mesma amostra na prensa.
68
Figura 1: Análise em SDS-PAGE 12% de rhG-CSF (18,8 kDa) após rompimento na
prensa de French sob 27.000 psi. M: marcador de peso molecular (BenchMark
TM
Protein Ladder, Invitrogen). Canaleta 1,2 e 3: fração solúvel passada 1, 2 e 3 vezes,
respectivamente, na prensa; canaletas 4,5 e 6: fração insolúvel passada 1, 2 e 3
vezes, respectivamente, na prensa; canaleta 7: extrato bruto antes do rompimento.
2. Agentes solubilizantes
Outros protocolos utilizando diferentes agentes solubilizantes foram testados
de acordo com a Figura 2. Depois do crescimento em agitador, as células foram
rompidas por sonicação e a fração insolúvel separada para posterior tentativa de
solubilização. A amostra foi separada em 12 tubos de polipropileno (1,5mL) e
ressuspensa com 1mL de cada agente solubilizante. Após 1 hora de agitação em
temperatura ambiente, as frações solúvel e insolúvel foram separadas por
centrifugação sob 23000 g a 4 ºC por 30 min. Os agentes solubilizantes foram
retirados da fração solúvel por meio de diálise contra o tampão Tris/HCl 50mM
pH 8,0 durante 12 horas. Foram utilizados sacos de diálise de 6.000-8.000 Da. Após
a diálise, as frações solúvel e insolúvel foram novamente separadas como descrito
acima e analisadas em SDS-PAGE (Figura 2).
69
Figura 2. Análise da fração solúvel do rhG-CSF (18,8kDa) em SDS-PAGE 12% após
teste de solubilização com diferentes agentes solubilizantes. M: marcador de peso
molecular (BenchMark
TM
Protein Ladder, Invitrogen). Canaleta1: uréia 8M; canaleta
2: uréia 6M; canaleta 3: uréia 4 M; canaleta 4: uréia 2M; canaleta 5: GndCl 6M;
canaleta 6: GndCl 4M; canaleta: tween 0,75%; canaleta 8: tween 0,5%; canaleta 9:
tween 0,25%; canaleta 10: KCl 0,5M; canaleta 11: KCl 1M; canaleta 12: KCl 2M. (*)
amostra insolúvel após rompimento.
Como pode ser visto na Figura 2, a solubilização de rhG-CSF com uréia 8M
mostrou-se mais eficiente. Observou-se também, a solubilização de uma grande
quantidade de proteínas contaminantes com uréia 2M. A partir destes resultados, o
primeiro protocolo de solubilização foi estabelecido sendo: solubilização das
proteínas contaminantes com uréia 2M e posterior solubilização do rhG-CSF com
uréia 8M. A retirada de toda uréia é realizada por meio de diálise e a fração solúvel é
separada para purificação (Figura 3).
70
Figura 3. Análise da solubilização do rhG-CSF (18,8kDa) em SDS-PAGE 12%. M:
marcador de peso molecular (Low Range, Invitrogen); canaleta 1: solubilização das
proteínas contaminantes com uréia 2M e posterior solubilização do rhG-CSF com
uréia 8M; canaleta 2: solubilização do rhG-CSF com uréia 8M.
71
ANEXO lll
Testes de purificação
Os testes de purificação foram realizados por meio de Cromatografia Líquida
de Alta Performance (FPLC) empregando o equipamento do tipo ÄKTA-Pilot (GE
Healthcare) para o controle do fluxo, pressão da coluna cromatográfica, detecção de
múltiplos comprimentos de onda, controle de gradiente, aplicação e coleta das
amostras. Após o preparo da amostra como descrito no Anexo 2, foram utilizadas
diferentes colunas de troca catiônica (Hitrap SP-FF, SP-XL e CM-FF) e uma coluna
de exclusão molecular (Hitrap Sephacryl S-200 HR) a fim de obter o melhor
rendimento da proteína recombinante. Os resultados mais relevantes estão
apresentados abaixo nas Figuras 1 e 2.
Figura 1. Análise da purificação em coluna de troca catiônica Hitrap SP-XL do rhG-
CSF em SDS-PAGE 12% corado com prata. Os tampões utilizados foram: tampão
A1: ácido cítrico 50mM pH 4,5 e tampão B1: Tp A1 + NaCl 1M. Canaleta 1: marcador
de peso molecular (Low Range, Invitrogem); canaletas 2-8: diferentes frações do
pico do cromatograma mostrando o rhG-CSF (18,8kDa) e alguns contaminantes.
72
Figura 2. Análise da purificação em coluna de exclusão molecular Hitrap Sephacryl
S-200 HR do rhG-CSF em SDS-PAGE 12% corado com prata. O tampão utilizado
foi: tampão A1: ácido cítrico 50mM pH 4,5. Canaleta Linha 1: marcador de peso
molecular (Low Range, Invitrogem); canaletas 2-8: diferentes frações do pico do
cromatograma mostrando o rhG-CSF (18,8kDa ) e alguns contaminantes.
73
ANEXO IV
From: Antonio Pedro Villaverde Corrales [mailto:Antoni.Vi[email protected]]
Sent: Wed 3/12/2008 10:52 AM
To: Luiz Augusto Basso
Subject: ms 1888263491179891 is acceptable for publication
MS: 1888263491179891
Research
Human granulocyte colony stimulating factor (hG-CSF): cloning, overexpression,
purification and characterization
Ana LS Vanz, Gaby Renard, Mario S Palma, Jocelei M Chies, Sergio L Dalmora,
Luiz A Basso and Diogenes S Santos
Microbial Cell Factories
Dear Dr. Basso,
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A. Villaverde
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