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UNIVERSIDADE METODISTA DE PIRACICABA
FACULDADE DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM EDUCAÇÃO FÍSICA
EXPRESSÃO DE MCT1 E MCT4 EM TECIDOS ATIVOS E INATIVOS DE
CAMUNDONGOS APÓS SESSÃO AGUDA DE NATAÇÃO NA MÁXIMA
FASE ESTÁVEL DO LACTATO
LUIS FELIPE MILANO TEIXEIRA
PIRACICABA
2008
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UNIVERSIDADE METODISTA DE PIRACICABA
FACULDADE DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM EDUCAÇÃO FÍSICA
EXPRESSÃO DE MCT1 E MCT4 EM TECIDOS ATIVOS E INATIVOS DE
CAMUNDONGOS APÓS SESSÃO AGUDA DE NATAÇÃO NA MÁXIMA
FASE ESTÁVEL DO LACTATO
LUIS FELIPE MILANO TEIXEIRA
PIRACICABA
2008
Dissertação apresentada à
Faculdade de Ciências da Saúde da
Universidade Metodista de Piracicaba, como
requisito final para obtenção do grau de
Mestre em Educação Física, na área de
concentração em Performance Humana, sob
orientação da Professora Dra. Rozangela
Verlengia.
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Se fosse fácil achar o caminho das pedras,
tantas pedras no caminho não seria ruim.
(Humberto Gessinger)
Dedico este trabalho com todo o carinho, amor e gratidão
àqueles que estavam, e sempre estarão ao meu lado,
em todos os momentos da minha vida: Minha mãe Raquel;
Meu pai Paulo; Minha irmã Natalia; Meus avós Nelson e
Iracy; e meu pai Luiz Carlos.
AGRADECIMENTOS
Primeiramente agradeço a Deus, por me proporcionar uma vida cheia de
graça e benção, repleta de pessoas maravilhosas, sem às quais jamais seria
capaz de buscar e atingir nenhum dos objetivos que já alcancei até esse
momento.
A todos os meus amigos (em especial: César, Raphael, Daniel, Wallace,
Edjan e Carlinhos), por me incentivarem a concluir essa etapa, por
compreenderem os momentos de ausência e por dedicarem o amor que só a
amizade é capaz de proporcionar.
A professora Rozangela Verlengia, pela dedicação e amizade, por todo o
conhecimento que paciente e generosamente forneceu nesses anos, mas
principalmente, pelo exemplo de vida.
Ao professor e amigo Marcelo Conte, cujo exemplo de pessoa esta
fortemente presente na minha formação profissional e pessoal, por ter
acreditado no meu potencial desde os tempos de graduação, por ter
proporcionado tantas oportunidades de crescimento profissional e pessoal
nesses últimos sete anos, mas, sobretudo, pelo exemplo de ser humano, de
hombridade, amizade, honestidade e tudo que um homem tem que ser e ter
para que sua passagem na terra seja marcante a todos com quem convive.
Aos amigos de Sorocaba, Sérgio Paulo (Ratão), Roberto Vazatta, Mauro
Riyes, Vladimir Godoy, Hélio, Hugo Pasini, Eduardo Borges, Luiz Ramalho,
Luiz Tangerino e tantos outros, por me receberem tão bem e proporcionarem
ambiente favorável para que eu pudesse criar raízes e me desenvolver em uma
cidade onde, a princípio, estava sozinho.
Ao UIRAPURU SUPERIOR, nas pessoas da Profª Maura Maria Bolfer e
Sr. Arthur Fonseca Filho, por acolherem minha indicação, realizada por meio
do Prof. Marcelo Conte e investirem na minha carreira, proporcionando
oportunidade e suporte para concluir essa etapa.
A professora Cláudia Regina Cavagliéri, por poucas, mas sabias e
essenciais palavras, as quais me transmitiram confiança, fé e força para trilhar
os passos finais dessa etapa, bem como pelo conhecimento transmitido
durante a disciplina de Imunologia no programa de pós-graduação.
Aos professores Cláudio Alexandre Gobatto e Fúlvia Manchado Gobatto
pelo auxílio na condução de todo o projeto.
A professora Silvana Bordin, pelas orientações técnicas e por
disponibilizar, com tamanho desprendimento, o laboratório que coordena no
Instituto de Ciências Biomédicas I da Universidade de São Paulo (ICB-USP)
para que pudesse desenvolver meus experimentos.
Aos alunos do ICB-USP, Luciana, Zé Edgar, Gabriel, Carla, Camilo e
Tatiana, por toda a paciência e ajuda nos procedimentos laboratoriais. Ajuda
que certamente foi fundamental para o andamento do trabalho.
A todos os professores do período de graduação, por plantarem a
semente do estudo e do conhecimento em meu peito.
A agência de fomento para o desenvolvimento da pesquisa FAPESP
(Fundo de Apoio a Pesquisa do Estado de São Paulo) e ao FAP (Fundo de
Apoio a Pesquisa da UNIMEP).
Em fim, a todas as pessoas que passaram pela minha vida durante todo
esse período. Certamente todos, sem exceção, tiveram alguma participação na
realização desse trabalho.
SUMÁRIO
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS...................................................................... i
LISTA DE FIGURAS E TABELAS..................................................................................... iv
LISTA DE ANEXOS........................................................................................................... vi
RESUMO............................................................................................................................ vii
ABSTRACT........................................................................................................................ viii
1 – INTRODUÇÃO............................................................................................................. 1
2 – REVISÃO BIBLIOGRÁFICA........................................................................................ 5
2.1. Lactato como metabólico da contração muscular.......................................... 5
2.2. Transportadores de Lactato............................................................................ 15
2.3. Identificação e Caracterização da Família dos MCT´s................................... 18
2.3.1. MCT1.............................................................................................. 18
2.3.2. MCT2.............................................................................................. 20
2.3.3. MCT3 e MCT4................................................................................ 21
2.3.4. MCT5, 6 e 7.................................................................................... 23
2.3.5. Outros Membros da Família MCT................................................... 24
2.3.6. MCT Mitocondrial............................................................................ 25
2.4. Características Gerais dos MCT´s.................................................................. 28
2.5. Propriedades Gerais do Transporte de Lactato Via MCT´s............................ 29
2.6. Isoformas mais Encontradas no Músculo Esquelético................................... 31
2.7. Expressão dos MCT´s no Músculo Esquelético frente ao Exercício Físico.... 36
2.8. Máxima Fase Estável do Lactato................................................................... 44
3 - OBJETIVOS.................................................................................................................. 48
3.1. Objetivo Geral................................................................................................. 48
3.2. Objetivo Específico......................................................................................... 48
4 - METODOLOGIA........................................................................................................... 49
4.1. Animais........................................................................................................... 49
4.2. Protocolo Experimental................................................................................... 49
4.2.1. Adaptação dos Animais ao Meio Liquido........................................ 49
4.2.2. Determinação da Máxima Fase Estável de Lactato em Exercício
Contínuo..........................................................................................50
4.2.3. Sessão Aguda de Exercício em Meio Líquido................................ 51
4.3. Obtenção dos Tecidos.................................................................................... 51
4.4. Avaliação da Expressão Gênica dos MCT´s 1 e 4......................................... 51
4.4.1. Desenho das seqüências dos oligonucleotídeos iniciadores.......... 52
4.4.2. Extração do RNA Total................................................................... 53
4.4.3. Quantificação do RNA Total Extraído............................................. 53
4.4.4. Verificação da Integridade do RNA Extraído.................................. 54
4.4.5. Síntese de cDNA – Reação de Transcrição Reversa (RT) ........... 55
4.4.6. Processamento da Reação em Cadeia pela Polimerase (PCR).....56
4.4.7. Padronização do Número de Ciclos da Reação em Cadeia pela
Polimerase para os Genes em Estudo........................................... 57
4.5. Análise Estatística........................................................................................... 58
5 – RESULTADOS............................................................................................................. 60
5.1. Determinação da MFEL.................................................................................. 60
5.2. Expressão do Gene MCT1 em Diferentes Tecidos de Camundongos após
Sessão de Natação na Máxima Fase Estável do Lactato.............................. 62
5.3. Expressão do Gene MCT4 em Diferentes Tecidos de Camundongos após
Sessão de Natação na Máxima Fase Estável do Lactato.............................. 64
6 – DISCUSSÃO................................................................................................................ 66
7 – CONCLUSÃO.............................................................................................................. 71
8 – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................ 72
9 – ANEXOS...................................................................................................................... 91
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
AAT
: Alanina Amino Transferase
Ac
: Acetoacetato
A-CoA
: Acetil coenzima-A
ADP
: Adenosina Difosfato
AMP
: Adenosina Monofosfato
Antisense
: Sentido 5´- 3´da fita do DNA
ATP
: Adenosina trifosfato
cDNA
: Ácido Desoxirribonucléico Complementar
CHC
: α-cyano-4-hidroxiacinamato
CHO
: Carboidrato
CO
2
: Gás Carbônico
COX
: Citocromo Oxidase
CS
: Citrato Sintase
CTE
: Cadeia de Transportes de Elétrons
DEPC
: Dietilpirocarbonato (inibidor de RNAses)
DNA
: Ácido Desoxirribonucléico
dNTP
: Deoxirribonucleotídeos
DTT
: Ditiotreitol
EDL
: Músculo Extensor Longo dos dedos
EDTA
: Ácido etilenodiaminotetracético
FABP
: Proteína Ligadora de Ácidos Graxos
FAD
+
: Flavina Adenina Dinucleotídeo Oxidada
i
FAT
: Ácido graxo translocase
G
: Glicose
Glc-1-P
: Glicose 1-fosfato
Glc-6-P
: Glicose 6-fosfato
GLUT4
: Transportador de Glicose 4
H
+
: Íon de Hidrogênio
HBDH
: Glicerol-3-fosfato Desidrogenase
HCL
: Ácido Clorídrico
HK
: Hexoquinase
iPO
2
: Pressão Intracelular de Oxigênio
KCL
: Cloreto de Potássio
Km
: Constante de Michaelis
LDH
: Enzima lactato desidrogenase
MCT
: Transportador de elementos monocarboxilados
(Monocarboxylate Transporters)
MFEL
: Máxima Fase Estável do Lactato
MgCl
: Cloreto de Magnésio
mLDH
: Lactato Desidrogenase Mitocondrial
MOPS
: 3- ácido propanesulfônico
mRNA
: Ácido Ribonucleico Mensageiro
Na
+
: íon de Sódio
NAD
+
: Nicotinamida Adenina Dinucleotídeo Oxidada
NH
4
:
Hidróxido de Amônia
NHE1
: Transportador de Sódio dependente de H
+
(Na
+
/H
+
Exchange1)
ii
O
2
: Oxigênio
PC
: Peso Corporal
PCr
: Creatina Fosfato
PCR
: Reação em Cadeia pela Polimerase
PDH
: Piruvato Desidrogenase
PFK
: Fosfofrutoquinase
pH
: Potencial Hidrogeniônico
PHOS
: Glicogênio Fosforilase
Pi
: Fosfato Inorgânico
Primer
: Oligonucleotídeo iniciador
PVC
: Poli Cloreto de Vinila
RNA
: Ácido Ribonucléico
SDH
: Sucinato Desidrogenase
Sense
: Sentido 3´- 5´da fita do DNA
SO
4
: Sulfato
SS
: Lançadeiras malato-aspartato e alfa-glicerofosfato
TM
: Segmento Transmembrana
TRIS
: Tri (hidroximetil) – aminometeano
V
max
: Taxa Máxima de Transporte
VO
2Máx
: Consumo Máximo de Oxigênio
β-HB
: β-hidroxibutirato
iii
LISTA DE FIGURAS E TABELAS
Figura 1. Representação esquemática global da via metabólica glicólise anaeróbica: Série de
10 reações enzimáticas que findam com a ressíntese de 2 moléculas de ATP, a redução de 2
co-enzimas NAD
+
à NADH, e a formação de 2 moléculas de piruvato (McARDLE et al.,
2003).................................................................................................................................. p.6.
Figura 2. Esquematização da via glicolítica com ênfase nas principais enzimas que regulam
essa via; na transferência dos redutores oriundos da fase anaeróbia da glicólise para a
mitocôndria através das lançadeiras específicas; e na transferência desses agentes para o
piruvato por meio da ação da enzima LDH gerando o lactato. A linha vertical indica a
membrana plasmática. O retângulo representa a mitocôndria. G: glicose; L: lactato; A-CoA:
acetil coenzima A; PHOS: glicogênio fosforilase; HK: hexoquinase; PFK: Fosfofrutoquinase;
SS: sistema de lançadeira malato-aspartato; LDH: Lactato desidrogenase; AAT: alanina amino
transferase; PDH: piruvato desidrogenase. ....................................................................... p.9.
Figura 3. Esquema representativo dos processos envolvidos na hipótese das lançadeiras de
lactato de acordo com Brooks, 1996. (1) A Glicose entra na célula por transportadores
específicos e sofre reações que a convertem em piruvato; (2) O Piruvato entra na mitocôndria e
é oxidado no ciclo do ácido cítrico (TCA) (3); (4) Quando essa via satura, a LDH reduz o
piruvato a lactato; (5) O lactato pode ser removido da célula ou enviado diretamente para
dentro da mitocôndria por transportadores específicos; (6) Quando o lactato entra na
mitocôndria ele sofre ação da mLDH (Lactato desidrogenase mitocôndria) que o oxida
novamente em piruvato; (7) Proposta da lançadeira intracelular de lactato (PHILP et al.
2005). ................................................................................................................................ p.16.
Figura 4. Esquema gráfico das vias metabólicas que necessitam de transporte de elementos
monocarboxilados através das membranas mitocôndrial e plasmática. As siglas, Glc-1-P e Glc-
6-P, significam Glicose 1-fosfato e glicose 6-fosfato respectivamente; Ac representa
acetoacetato; e β-HB representa β-hidroxibutirato (HALESTRAP & PRICE, 1999). ........ p.18.
Figura 5. Mapa cromossômico do lócus do SLC16A1 humano. SCH representa a localização
do gene humano do MCT1, 1p13.2-p12 coromossomo 1 (GARCIA et al., 1994). ........... p.20.
Figura 6. Northern Blot da distribuição das isoformas de MCT em diferentes tecidos humanos.
No músculo esquelético as isoforma 1 e 4 são as mais encontradas. O MCT2 é pouco
expresso em humanos. O MCT5 é fortemente expresso nos rins, apesar de ser encontrado em
menor escala na próstata, nos músculos e na placenta. O MCT6 é expresso no coração,
músculos esqueléticos e fígado. Por fim, o MCT7 é expresso no cólon, intestino, ovário,
próstata, Timo, pâncreas, fígado, pulmão, cérebro e coração (PRICE et al., 1998). ....... p.23.
Figura 7. Ilustração do funcionamento do transporte intracelular de lactato (GLADDEN, 2004).
A glicose é degrada a piruvato, esse pode ser transportado para a mitocôndria, o que acontece
via MCT1 com acoplamento de H
+
, ou ser reduzido à Lactato. Esse último pode ser
transportado até a membrana pelo mesmo sistema, por meio de MCT1 e acoplado a um H+.
Dento da mitocôndria a mLDH age sobre o lactato oxidando-o novamente à piruvato, que será
oxidado no ciclo do ácido cítrico. Os agentes redutores produzidos pela glicólise na sua fase
anaeróbia são transferidos, durante todo o processo, para dentro da mitocôndria e
encaminhados para a CTE por meio de lançadeiras específicas (malato-aspartato) ou
acoplados ao MCT1 durante o transporte de piruvato ou lactato. LDH, Lactato Desidrogenase;
LDH*, Lactato Desidrogenase Mitocôndrial; PYR, Piruvato; TCA, Ciclo do ácido cítrico; ETC.
Cadeia de transporte de elétrons; SHUTLES, SS lançadeira malato-aspartato. .............. p.26.
Figura 8. Ilustração do complexo mitocôndrial de oxidação do lactato. Lactato é oxidado em
piruvato via mLDH em associação com a COX. O transporte de piruvato através da membrana
interna da mitocôndria é facilitado pelo MCT1. GP: Glicerol Fosfato; Mal-Asp: Malato –
Aspartato; ETC: Cadeia de transporte de elétrons; TCA: Ciclo do acido cítrico. (HASHIMOTO et
al, 2006).......................................................................................................................... p.27.
iv
Figura 9. Proposta de tipologia do MCT1 (POLLE et al, 1996). De modo geral, os MCT’s
possuem entre 10 e 12 segmentos transmembrana (TM) alfa-helicoidal, com as terminações N
e C intracelulares e um grande loop intracelular entre os segmentos 6 e 7. Essas
características são comuns a todos os membros da família de transportadores. As metades N e
C terminais da proteína transportadora possuem características diferentes. A metade N-
terminal (hélices 1-6) tem um nível mais alto de conservação do que a metade C-terminal
(hélices 7-12), o que propõe que a terminação N esteja associada ao acoplamento energético
(via H
+
ou Sódio) e o setor C-terminal é determinante na seleção do substrato alvo. O loop
intracelular entre os segmentos 6-7 pode variar sensivelmente entre os membros da
família................................................................................................................................. p.28.
Figura 10. Representação esquemática da cinética de transporte do MCT1. Taxas constantes
determinam o transporte para dentro ou para fora da membrana plasmática de diferentes
substâncias monocarboxiladas. O equilíbrio entre as concentrações emperra o sistema (JUEL
& HALESTRAP, 1999)....................................................................................................... p.30.
Figura 11. Foto digitalizada do gel de agarose 1,2% desnaturante (formaldeído 37%) após
separação eletroforética do RNA total extraído a partir do coração e da proção vermelha do
músculo gastrocnêmico, utilizando o reagente TRIZOL
®
(Invitrogem, Carlsbad, CA, EUA).
Linhas 1 e 2 RNA extraído do coração ; e Linhas 3 e 4 RNA estriado da porção vermelha do
gastrocnêmio...................................................................................................................... p.54.
Figura 12. Foto digitalizada do gel de agarose 1,5% após separação eletroforética do do cDNA
obtido a partir do RNA total dos tecidos analisados. Linha 1 Coração; Linha 2 Fígado; Linha 3
porção vermelha do gastrocnêmio; Linha 4 porção branca do músculo gastrocnêmio; Linha 5
músculo bíceps................................................................................................................... p.55.
Figura 13. Determinação da máxima fase estável de lactato (MFEL) em camundongos
submetidos aleatoriamente em 5 cargas de nado determinadas pelo percentual do peso
corporal (3, 4, 5, 6 e 7%). A MFEL foi considerada a mais alta intensidade na qual se obteve
estabilização lactacidêmica
. Valores expressos em média e ± erro padrão da média n=26....... p. 61.
Figura 14. Determinação da expressão gênica do MCT1 em diferentes tecidos. a) Coração;
b) Fígado; c) Gastrocnêmico porção vermelha; d) Gastrocnêmico porção branca; e) Sóleo; e
f) Bíceps de camundongos submetidos a exercício de natação na máxima fase estável do
lactato. Os dados representam a média e o desvio padrão de dois experimentos em duplicata
de cada grupo específico com n de 6 animais. O símbolo * indica p<0,05 entre os grupos
indicados........................................................................................................................... p.63.
Figura 15. Determinação da expressão gênica do MCT4 em diferentes tecidos. a) Coração;
b) Fígado; c) Gastrocnêmico porção vermelha; d) Gastrocnêmico porção branca; e) Sóleo; e
f) Bíceps de camundongos submetidos a exercício de natação na máxima fase estável do
lactato. Os dados representam a média e o desvio padrão de dois experimentos em duplicata
de cada grupo específico com n de 6 animais. O símbolo * indica p<0,05 entre os grupos
indicados. ......................................................................................................................... p.65.
Tabela 1: Seqüências sense e antisense dos oligonucleotídeos iniciadores, tamanho dos
fragmentos a serem obtidos e temperatura de anelamento. ............................................. p.52.
Tabela 2: Condições padronizadas para avaliação da expressão gênica dos genes de estudo
em tecidos de camundongos. ........................................................................................... p.58.
Tabela 3: Lactacidemia expressa em média e erro padrão(±) dos camundongos nos períodos
antes e durante (5, 10, 15, 20 e 25 minutos) do teste de MFEL em diferentes intensidades
(Carga - %PC)................................................................................................................... p.60.
Tabela 4: Quantidade de animais que atingiram a MFEL em cada intensidade, expressos em
valores absolutos e percentuais e a média da lactacidemia de estabilização. ................ p.61.
v
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1. Análise densitométrica da RT-PCR e perfil eletroforético dos fragmentos do produto
de PCR obtidos em diferentes pontos da amplificação para padronização do número de ciclos
de amplificação para o gene MCT1 a partir do RNA total extraído de diferentes tecidos sob
temperatura de anelamento de 57,1ºC. Em vermelho, o ciclo de escolha para avaliação da
expressão gênica. a) Coração, 34 ciclos; b) Fígado, 32 ciclos; c) Porção vermelha do
gastrocnêmio, 34 ciclos; d) Porção branca do gastrocnêmio, 35 ciclos; e) Sóleo, 37 ciclos; e
f) Bíceps, 35 ciclos............................................................................................................ p.91.
Anexo 2. Análise densitométrica da RT-PCR e perfil eletroforético dos fragmentos do produto
de PCR obtidos em diferentes pontos da amplificação para padronização do número de ciclos
de amplificação para o gene MCT4 a partir do RNA total extraído de diferentes tecidos sob
temperatura de anelamento de 58,2ºC. Em vermelho, o ciclo de escolha para avaliação da
expressão gênica. a) Coração, 34 ciclos; b) Fígado, 37 ciclos; c) Porção vermelha do
gastrocnêmio, 34 ciclos; d) Porção branca do gastrocnêmio, 34 ciclos; e) Sóleo, 37 ciclos; e
f) Bíceps, 34 ciclos............................................................................................................ p.92.
Anexo 3. Análise densitométrica da RT-PCR e perfil eletroforético dos fragmentos do produto
de PCR obtidos em diferentes pontos da amplificação para padronização do número de ciclos
de amplificação para o gene β-actina a partir do RNA total extraído de diferentes tecidos sob
temperatura de anelamento de 58,2ºC. Em vermelho, o ciclo de escolha para avaliação da
expressão gênica. a) Coração, 30 ciclos; b) Fígado, 34 ciclos; c) Porção vermelha do
gastrocnêmio, 32 ciclos; d) Porção branca do gastrocnêmio, 32 ciclos; e) Sóleo, 34 ciclos; e
f) Bíceps, 34 ciclos............................................................................................................ p.93.
vi
RESUMO
O lactato é um importante metabólito intermediário energético produzido
constantemente pelas células. Contudo, sua produção é preponderante em situações de alta
demanda energética. Atualmente, esse metabólito é compreendido como elemento chave em
um mecanismo importante de compartilhamento de substrato energético, uma vez que
diferentes tecidos podem compartilhar de uma mesma fonte energética por meio de oxidação
ou gliconeogênise. Assim, os mecanismos de transporte desse metabólito podem interferir
diretamente em sua concentração plasmática no período entre sua produção e consumo.
Nossa hipótese é que o aumento na concentração de lactato induzida pelo exercício possa
promover aumento na expressão gênica dessas proteínas em tecidos inativos durante o
exercício, promovendo maior capacidade de manter a lactacidemia durante exercícios em
intensidades equivalentes à máxima fase estável do lactato (MFEL), por aumentar a
participação dos músculos inativos na remoção do lactato sanguíneo. Nesse sentido, o objetivo
do presente estudo foi avaliar a expressão gênica dos transportadores MCT1 e MCT4 em
tecidos ativos e inativos, bem como nos órgãos coração (COR) e fígado (FIG) de camundongos
em resposta à uma única sessão de natação em intensidade equivalente a MFEL. Inicialmente,
24 camundongos tiveram avaliadas, individualmente, a intensidade equivalente a MFEL no
exercício de natação. Em seguida, todos os animais foram submetidos à sessão de exercício
de natação na intensidade referente à MFEL durante 25 minutos ou até exaustão. Após a
sessão aguda de exercício, os animais foram divididos em 3 grupos e sacrificados nos
períodos imediatamente (n=6); 5 horas (n=6); e 10 horas (n=6) após a sessão de exercício.
Como controle foram utilizados animais (n=6) com a mesma característica, exceto pelo fato de
não terem realizado a sessão de exercício de natação. Os músculos sóleo (SOL), as porções
branca (GB) e vermelha (GV) do gastrocnêmio e o bíceps (BIC), considerado músculo inativo,
foram obtidos, assim como o FIG e o COR. A expressão gênica foi determinada pela técnica
semi-quantitativa RT-PCR. Como tratamento estatístico foi utilizado ANOVA com post-hoc de
Tukey interpretado a 95% (p<0,05). A determinação da MFEL em camundongos durante o
exercício de natação mostrou que os valores lactacidêmicos ficam em torno de 5,5mmol/L de
lactato. Com relação ao MCT1, observou-se aumento significativo da EG no FIG (39%) 10
horas após o exercício. No GB observou-se pico de expressão imediatamente após o exercício
(62,3%). No SOL a expressão aumentou imediatamente após o exercício (202,1%) e se
manteve elevada até 10 horas após (227,3% e 230%, 5 e 10 horas após o exercício
respectivamente). Nos tecidos COR, BIC e GV não foram encontradas alterações relevantes na
EG do MCT1. Já em relação ao MCT4, observou-se redução significativa da EG no coração em
todos os momentos em relação ao controle (-28,2%; -35,5% e -38,3%, imediatamente, 5 e 10
horas após o exercício respectivamente) e aumento na EG imediatamente e 10 h após no SOL
(82% e 55,9% respectivamente). Nota-se que a cinética de EG do MCT1 em tecidos
consumidores de lactato ocorre tardiamente, após 10 h. Já em relação a EG do MCT4, o
exercício proposto parece não promover alteração nos tecidos FIG, GB, GV e BIC. Vale
destacar ainda que em tecidos ativos, o exercício com predominância aeróbia promove
adaptações agudas na EG do MCT1 tanto em tecidos com predominância de fibras tipo I
quanto em tecidos com predominância de fibras tipo II. Entretanto, nenhuma alteração foi
identificada no BIC, tecido inativo durante o exercício proposto. Assim, conclui-se com esse
estudo, que a concentração de lactato obtida durante o exercício moderado em intensidade de
MFEL não promoveu aumento significativo na expressão de MCT1 e MCT4 na musculatura
pouca ativa do bíceps e que a manutenção da lactacidemia nessa intensidade de esforço pode
ser controlada principalmente pela ação dos MCT1 no músculo sóleo e no coração.
Palavras Chave: MCT; Expressão Gênica; Exercício; Natação; Máxima Fase Estável do
Lactato
vii
ABSTRACT
Lactate is an important energy intermediate metabolic produced constantly for the cells.
However, its production is preponderant in situations of high energy demand. Currently, the
lactate is understood as element key in an important mechanism of energy substratum sharing,
a time that different tissues can share of one same energy source by means of oxidation or
gluconeogenesis
. Thus, the mechanisms of transport of this element can directly intervene with
its plasma concentration in the period between its production and consumption. Our hypothesis
is that the increase in the induced lactate concentration for the exercise can promote increase in
the gene expression (GE) of these proteins in inactive muscles during the exercise, promoting
bigger capacity to keep the lactate concentration during exercises in intensities equivalents to
the maximal lactate steady state (MLSS), for increasing the participation of the inactive muscles
in the removal of sanguineous lactate. The objective of the present study was to evaluate the
GE of transporters MCT1 and MCT4 in active and inactive muscles, as well in the heart (HER)
and liver (LIV) of mice in reply to the one only session of swimming in intensity equivalent the
MLSS. Initially, 24 mice had evaluated, individually, the intensity equivalent the MLSS in the
swimming exercise. After that, all the animals had been submitted to the session of exercise of
swimming in the referring intensity to the MLSS during 25 min or until exhaustion. After the
session of exercise, the animals had been divided in 3 groups and sacrificed in the periods
immediately (n=6); 5 hours (n=6); e 10 hours (n=6) after the exercise session. As it has
controlled had been used animal (n=6) with the same characteristic, except for the fact not
having carried through the session of swimming exercise. The muscles sóleo (SOL), the
portions white (GB) and red (GR) of the gastrocnemius and the biceps (BIC), considered
inactive muscle, had been gotten, as well as the LIV and the HER. The GE was evaluated by
RT-PCR. As statistical treatment it was used ANOVA with post-hoc of Tukey interpreted was
95% (<0,05). The determination of the MLSS in mice during the swimming exercise showed that
the lactate plasma concentration values are around 5,5mmol/L. With regard to the MCT1,
significant increase of the EG in the LIV was observed after (39%) 10 hours the exercise. In the
GW expression peak was observed immediately after the exercise (62.3%). In the SOL the
expression increased after the exercise immediately (202.1%) and if kept after high up to 10
hours (227.3% and 230%, 5 and 10 hours after the exercise respectively). In HER, BIC and GR
had not been found alterations in the EG of the MCT1. Already in relation to the MCT4,
significant reduction of the EG in the HER in all was observed the moments in relation to control
(- 28.2%; -35,5% and -38,3%, immediately, 5 and 10 hours after the exercise respectively) and
increase in EG immediately and 10hours after in the SOL (82% and 55.9% respectively). The
kinetic of EG of the MCT1 in consuming lactate tissue occurs delayed 10 h. Already in relation
the EG of the MCT4, the considered exercise seem not to promote alteration in LIV, GW, GR
and BIC. Valley to detach despite in active tissue, the exercise with aerobic predominance in
such a way promotes acute adaptations in the EG of the MCT1 in muscles with staple fiber
predominance type I how much in muscles with staple fiber predominance type II. However, no
alteration was identified in the BIC, weaveeed inactive during the considered exercise. Thus, it
is concluded with this study, that the lactate concentration gotten during the moderate exercise
in MSLL intensity did not promote significant increase in the GE of MCT1 and MCT4 in the
muscle little active of the BIC and that the maintenance of the lactate concentration in this
intensity of effort can mainly be controlled for the action of the MCT1 in the SOL muscle and the
HER.
Key Word : MCT; Gene Expression; Exercise, Swimming, Maximal Lactate Steady
State
viii
1
1. INTRODUÇÃO
O lactato é um metabólito consagrado como produto final da fase
anaeróbica da glicólise e conhecido do público em geral como substância que
se acumula na musculatura ou na corrente sanguínea durante exercícios
anaeróbicos, de alta intensidade, que promovem situações de hipóxia, além de
ter sido identificado por muitas décadas como principal indutor da fadiga.
De fato, inúmeras pesquisas históricas demonstram a relação direta
entre a instalação da fadiga e a concentração de lactato plasmático.
Entretanto, mais recentemente, muitos estudos têm sido realizados no
sentido de elucidar as reais condições de produção e funções do lactato.
Um dos principais achados a respeito das funções do lactato é que ele
pode ser utilizado como fonte energética em tecidos que, durante a realização
de um dado exercício, estão sob condições de estresse menores ou em
repouso, como por exemplo, os músculos menos ativos durante o exercício, o
coração, o fígado e o cérebro.
Nesse sentido, o lactato passa a ser compreendido como um metabólito
chave para um mecanismo importante de compartilhamento de substrato
energético, uma vez que diferentes tecidos podem compartilhar de uma mesma
fonte energética por meio da oxidação e outros processos tais como o
processo de gliconeogênise, ou seja, os átomos de carbono presentes na
molécula de lactato poderiam ser utilizados como fonte energética em
diferentes células do organismo. Desta forma, definindo o lactato como
elemento integrante dos processos orgânicos de produção de energia e não
apenas um produto final da via glicolítica.
O lactato realiza armazenamento temporário de H
+
e é um metabólito
precursor de glicogênio nos hepatócitos, tais condições oferecem oportunidade
para manutenção sustentada de ressíntese de ATP em diversos tecidos e
diferentes situações de demanda energética.
Além disso, alguns estudos apontam uma função sinalizadora do lactato,
a ponto de ter sido chamado por Brooks (2002) como pseudo-hormônio, por
estar relacionado com o estímulo a ações regenerativas (anabólicas)
(TRABOLD et al., 2003), ao aumento da atividade de fibroblastos (GREEN et
al., 1964) e ao aumento do fator de crescimento endotelial (VEGF)
2
(CONSTANT et al., 2000; TRABOLD et al., 2003), o que aumenta a lista de
funções integrativas do lactato.
Entretanto, para que o lactato possa ter essa função integradora é
necessário um sistema de transporte através da membrana plasmática
adequado.
Nesse sentido, uma série de trabalhos empregando técnicas
moleculares (clonagem e sequenciamento de DNA) e sequenciamento de
proteínas, realizados a partir da década de 90, findaram por concluir que, de
fato, existe um sistema protéico de transporte de lactato e outras substâncias
carboxiladas, e que essas proteínas são encontradas em diversos tecidos.
Dessa forma, definiu-se que tanto o lactato quanto outros elementos
monocarboxilados atravessam a membrana plasmática por meio de um
sistema de transporte protéico saturável e específico, o qual recebeu o nome
de monocarboxylate transporters (MCT´s).
Existe uma grande variedade de isoformas de MCT, entretanto, com
relação ao metabolismo do lactato durante o exercício destacam-se as
isoformas MCT1 e o MCT4.
O MCT1 está presente em grande parte dos tecidos orgânicos,
principalmente no tecido muscular (fibras oxidativas) e no coração, e está
relacionado à entrada do lactato na célula. Enquanto que o MCT4 é encontrado
principalmente no tecido muscular (fibras brancas de contração rápida) e está
relacionado à saída de lactato da célula para o sangue. Tais proteínas
possuem papel central no metabolismo da glicose e na comunicação entre
células e tecidos. Promovendo transporte adequado ao lactato, permitem que
esse integre o metabolismo energético glicolítico e oxidativo, bem como,
promova substrato para gliconeogênese e lipogênese.
Mais tarde, após a identificação da existência de proteínas
transportadoras de elementos carboxilados, alguns estudos passaram a
identificar a existência da relação entre alterações no transporte de lactato
induzidas por atividade crônica dos músculos e a modulação da expressão
dessas proteínas transportadoras.
Em conclusão a esses estudos, nota-se que muitos resultados
divergentes são encontrados quando se investiga a resposta da expressão
desses transportadores frente ao exercício físico. De fato, a grande
3
variabilidade de métodos e intensidades de treinamento contribui para que
respostas diferentes sejam observadas.
Contudo, percebe-se que as fibras de contração lenta possuem uma
maior responsividade em relação ao exercício quando se trata da expressão
dessas proteínas, com destaque para o MCT1. Nota-se também que exercícios
de alta intensidade, mas que permitam uma relativa manutenção do pH são
mais efetivos na estimulação da expressão dessas proteínas, bem como, a
quantidade desses transportadores interfere diretamente no desempenho
durante o exercício e no tempo de recuperação.
Fica claro ainda que o lactato é capaz de movimentar-se entre diferentes
compartimentos celulares, fibras, tecidos (mais ou menos ativos) e órgãos,
devido a presença de diversas isoformas de MCT. Assim sendo, a presença
dos MCT´s no tecido muscular se configura em aspecto fundamental para a
manutenção e ou remoção do lactato sanguíneo durante e após o exercício.
Frente a essa constatação e visto que existe a hipótese de que o lactato
tenha função sinalizadora no organismo, sugere-se que também possa induzir
alterações na expressão de seus transportadores em músculos menos ativos
ou mesmo inativos durante uma determinada ação física, o que certamente
determinaria a condição da concentração de lactato e consequentemente dos
indicadores de desempenho relacionados a ela, tais como limiar de lactato e
máxima fase estável o lactato (MFEL).
Entretanto, não existem estudos que avaliem o comportamento da
expressão gênica dessas proteínas após sessão aguda ou período de
treinamento em músculos pouco ou não ativos.
Nossa hipótese é que o aumento da lactacidemia induzida pelo exercício
pode promover expressão de MCT´s em músculos inativos. Tal resposta
explicaria a manutenção da lactacidemia durante exercícios em intensidades
mais elevadas, equivalentes à máxima fase estável do lactato, exatamente por
aumentar a participação dos músculos inativos na remoção do lactato
sanguíneo.
Assim, o objetivo do presente estudo é analisar o efeito de uma sessão
aguda de natação em intensidade equivalente à MFEL sobre a regulação
gênica das isoformas de MCT 1 e 4 em músculos esqueléticos ativos e inativos
4
durante a natação, bem como em tecidos consumidores de lactato fígado e
coração de camundongos.
5
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1. LACTATO COMO METABÓLITO DA CONTRAÇÃO MUSCULAR
O lactato é um metabólito consagrado como produto final da fase
anaeróbica da glicólise e conhecido do público em geral como substância que
se acumula na musculatura ou na corrente sanguínea durante exercícios de
alta intensidade, além de ser conhecido como principal indutor da fadiga
(FLETCHER & HOPKINS, 1907; COGGAN et al., 1992; MONDERO &
DONNE., 2000; VAN PRAAGH & DORÉ, 2002; KRISTENSEN et al., 2005).
Tal raciocínio é justificado, uma vez que, historicamente, inúmeras
pesquisas demonstraram a relação direta entre intensidade do exercício e o
acúmulo de lactato dentro e fora da célula (FLETCHER & HOPKINS, 1907;
ROBERGS et al., 2004; FERGUNSON et al., 2007), bem como, detectam altas
concentrações desse metabólito, principalmente no sangue, em situações de
exaustão (RAYMER et al., 2004; MARCORA et al., 2008).
Sua produção ocorre na fase final do metabolismo da via glicolítica
(glicólise), pela ação da enzima lactato desidrogenase (LDH) sob o piruvato,
cuja reação enzimática é reversível. Sob condições fisiologicamente
desfavoráveis como, por exemplo, diminuição na oferta de oxigênio, observa-se
um acúmulo de íons H
+
e piruvato, nessa condição têm se como conseqüência
o acúmulo de lactato (HARGREAVES & THOMPSON, 1999; NELSON & COX,
2000; McARDLE et al., 2003; VOET & VOET, 2006).
Para melhor compreender a formação e o acúmulo do lactato, abaixo
tem-se uma breve descrição dos principais eventos metabólicos envolvidos
neste processo.
O carboidrato (CHO) é o substrato preterido para ressíntese da
Adenosina Trifosfato (ATP) durante o exercício a medida que a intensidade
desse aumenta, sua metabolização ocorre em duas fases, citoplasmática
(anaeróbica) e mitocôndrial (aeróbica), sendo que em ambas ocorre a
ressíntese de ATP. Na fase citoplasmática do metabolismo de uma molécula
de glicose ocorre a ressíntese de 2 moléculas de ATP, a redução de 2 co-
enzimas nicotinamida adenina dinucleotídeo (NAD
+
) à NADH, finalizando com a
formação de 2 moléculas de piruvato (HARGREAVES & THOMPSON, 1999;
6
McARDLE et al,. 2003; MURRAY et al., 2006; VOET & VOET, 2006). Na figura
1 temos representado o esquema geral da via glicolítica, iniciando a partir da
glicose ou do glicogênio.
Figura 1. Representação esquemática global da via metabólica glicólise anaeróbica: Série de
10 reações enzimáticas que findam com a ressíntese de 2 moléculas de ATP, a redução de 2
co-enzimas NAD
+
à NADH, e a formação de 2 moléculas de piruvato (McARDLE et al., 2003).
7
Quando a glicólise ocorre sob condições normais de captação de
oxigênio (O
2
) como, por exemplo, em repouso ou durante exercícios de baixa
intensidade, o piruvato produzido atravessa a membrana mitocôndrial, e é
convertido em acetilCo-A pela ação da enzima Piruvato Desidrogenase (PDH).
Desta forma, o piruvato entra no ciclo do ácido cítrico, onde ao longo do
processo metabólico irão ocorrer reações de oxido-redução por meio da
participação das coenzimas NAD
+
e FAD
+
(Flavina adenina dinucleotídeo), que
atuam no transporte de equivalentes redutores (H
+
). Estes são lançados no
espaço intermembranoso, gerando um gradiente de prótons que culmina com a
formação de uma força motriz (complexo V) que atua no processo de re-
síntese de ATP, processo denominado de cadeia de transporte de elétrons
(CTE) (McARDLE et al., 2003; VOET & VOET, 2006).
De modo similar, os equivalentes redutores produzidos na fase
citoplasmática da glicólise também estão envolvidos na re-síntese de ATP, via
a força motriz criada no complexo V na CTE, resultante da formação do
gradiente de prótons. Porém, a captação deste pela mitocôndria ocorre via
lançadeiras específicas, denominadas de malato-aspartato e alpha-
glicerofosfato (SS) para posterior oxidação na CTE (HARGREAVES &
THOMPSON, 1999; SPRIET et al., 2000; McARDLE et al., 2003; MURRAY et
al., 2006; VOET & VOET, 2006).
Contudo, quando a demanda energética excede a capacidade oxidativa
da célula como, por exemplo, durante exercícios de alta intensidade, ocorre à
aceleração da via glicolítica e as taxas de produção de NADH e piruvato
excedem a capacidade da PDH em metabolizar o piruvato e as SS em
transferir os equivalentes redutores para a mitocôndria. Assim sendo, a NADH
é oxidada em NAD
+
e o piruvato reduzido, gerando a molécula de lactato
(SPRIET et al., 2000; VOET & VOET, 2006).
Tal reação é direcionada pela ação da enzima lactato desidrogenase
(LDH) (Figura 2) (SPRIET et al., 2000; MURRAY et al., 2006; VOET & VOET,
2006).
Dessa forma, justifica-se o conceito tradicional de que o lactato seria o
ponto final da glicólise. De acordo com Gladden (2004), diversos estudos
históricos, datados do século 19, demonstraram claramente que as
8
concentrações de lactato eram proporcionais à ativação dos músculos
exercitados, além de sempre estarem associados à privação de O
2
.
Philp et al. (2005), acrescentam ainda que a “era” em que o lactato foi
considerado o produto final da glicólise se estendeu até meados da década de
70. Nesse período, acreditava-se que o lactato era o primeiro efeito do débito
de O
2
e a principal causa da fadiga.
Entretanto, ainda nesse período, algumas pesquisas já apontavam,
porém sem clareza, que talvez o lactato não fosse apenas produzido em
hipóxia, nem que se tratava simplesmente de substrato final de uma dada via
metabólica (FLETCHER & HOPKINS,1907; CORI et al. 1933; CORI, 1981;
BROOKS, 1986
a,b
; CONNET et al., 1986).
Já em 1907, Fletcher & Hopkins (1907) confirmaram que o lactato surgia
em relação à intensidade da contração muscular e na ausência ou deficiência
do fornecimento de oxigênio, após investigarem músculos de anfíbios com
estimulação in vitro. Contudo, observaram também que o lactato desaparecia
com o restabelecimento do fluxo de O
2
, o que passou a sugerir que o lactato
fosse metabolizado, colocando em dúvida os conceitos pré-estabelecidos.
Outro achado desse período que indaga o conceito tradicional do lactato
ser um metabólito final da via glicolítica, é a teoria apresentada na década de
30, de que o lactato poderia ser convertido novamente em glicose pelas células
hepáticas (CORI et al. 1933; CORI, 1981). Dessa forma, em meados da
década de 80, muitos estudos foram conduzidos na tentativa desvendar se o
lactato era, de fato, apenas um metabólito final e apenas produto da hipóxia
(BROOKS, 1986
a,b
; CONNET et al., 1986).
Nessa linha investigativa, Connet et al. (1986) verificaram em músculo
canino com estimulação que variou de 10-100% do consumo máximo de O
2
, in
vitro, que músculos com predominância de fibras vermelhas (músculo Grácil)
eram capazes de produzir e consumir o lactato quando em situação de
equilíbrio no fornecimento de O
2
.
Brooks (1986
a
) definiu que, de fato, o déficit de O
2
é o fator primordial no
acúmulo de lactato, mas outros fatores também poderiam contribuir para sua
produção. Ainda de acordo com Brooks (1986
b
) em alguns tecidos (por
exemplo, o cérebro humano e músculos com predominância de fibras
9
vermelhas) ocorre à produção de lactato mesmo em situação de aporte
adequado de O
2
.
Figura 2. Esquematização da via glicolítica com ênfase nas principais enzimas que regulam
essa via; na transferência dos redutores oriundos da fase anaeróbia da glicólise para a
mitocôndria através das lançadeiras específicas; e na transferência desses agentes para o
piruvato por meio da ação da enzima LDH gerando o lactato. A linha vertical indica a
membrana plasmática. O retângulo representa a mitocôndria. G: glicose; L: lactato; A-CoA:
acetil coenzima A; PHOS: glicogênio fosforilase; HK: hexoquinase; PFK: Fosfofrutoquinase;
SS: sistema de lançadeira malato-aspartato; LDH: Lactato desidrogenase; AAT: alanina amino
transferase; PDH: piruvato desidrogenase (SPRIET et al., 2000)
Por meio de estudo que utilizou técnicas de medição arterial e venosa da
concentração de lactato, ressonância magnética espectroscópica e saturação
de mioglobina, Richardson et al. (1998) investigaram a relação entre a pressão
intracelular de O
2
(iPO
2
) e a produção de lactato em humanos treinados
submetidos a exercício de extensão de joelho em diferentes intensidades (50,
75, 90 e 100% do consumo máximo de O
2
– VO
2máx
). Os resultados obtidos por
esses autores indicaram não existir relação entre a iPO
2
e a produção de
lactato, contudo, identificaram relação da iPO
2
com o desaparecimento do
lactato e a neutralização do pH intracelular.
Em conclusão a estes autores, uma condição anaeróbica parece não ser
essencial para que o lactato possa ser produzido, dissociando a idéia de que o
lactato ocorre em função apenas da hipóxia (Richardson et al., 1998; Brooks
1986
a,b
; Connet et al., 1986)
10
Considerando ainda a relevância da temática, Kemper et al. (2001)
verificou a formação de lactato e a taxa de glicólise em situação de hipóxia e de
concentrações sustentadas de O
2
em músculo de cobra cascavel. A escolha
desse tipo de tecido deve-se primeiramente pelo fato da uniformidade de
propriedades das células desse músculo, que permite eliminar o problema de
se ter fibras muito heterogêneas no momento de quantificar a glicólise
intracelular. Em segundo lugar, esse tecido possui um excepcional sistema de
circulação sanguínea, o que permite mensurar diretamente o lactato produzido
durante as contrações. Finalmente, o estudo desse tecido é interessante por ter
a habilidade de manter-se em atividade por períodos extremamente
prolongados.
Os dados produzidos nessa pesquisa demonstraram não existir relação
entre a taxa de glicólise e a concentração de O
2
, e que a alta produção de H
+
,
de lactato e de outros metabólitos que podem induzir a fadiga, não levam ao
desequilíbrio metabólico devido ao alto fluxo sanguíneo da musculatura
estudada. Tais achados refutam a hipótese de que a glicólise e conseqüente
formação de lactato reflete, necessariamente, uma condição de déficit de O
2
,
além de demonstrarem que a glicólise pode fornecer uma fonte sustentável de
alta taxa de ressíntese de ATP.
Assim, a formação do lactato e sua transferência para a corrente
sangüínea sob circunstâncias inteiramente aeróbicas (no repouso e no
exercício) representam um mecanismo importante, uma vez que diferentes
tecidos podem compartilhar de uma mesma fonte energética por meio da
oxidação e outros processos, tais como o processo de gliconeogênise, ou seja,
os átomos de carbono presentes na molécula de lactato poderiam ser utilizados
como fonte energética em diferentes células do organismo. Desta forma,
definindo o lactato como elemento integrante dos processos orgânicos de
produção de energia e não apenas um produto final da via glicolítica.
(BROOKS, 1986
b
).
De fato, a importância do lactato como intermediário energético, fonte de
energia oriunda da glicose, deu-se após estudos que verificavam que durante
exercícios de intensidade moderada, o fluxo sanguíneo de lactato excedia o
fluxo sanguíneo de glicose (BROOKS, 2000).
11
Devido sua grande massa e capacidade metabólica, o tecido muscular
esquelético se configura no maior produtor de lactato. Entretanto, esse tecido
também desempenha papel fundamental na remoção do lactato sanguíneo,
uma vez que, além de maior produtor, também é o maior consumidor desse
metabólito (GLADDEN, 1998; BROOKS, 1998, BROOKS, 2000, PHILP et al.,
2005).
Sabe-se que durante o exercício a produção de lactato, bem como sua
liberação para o sangue estão aumentadas. Contudo, a relação entre a
produção e a remoção está diretamente relacionada com o tipo e a intensidade
do exercício (MARCORA et al., 2008; CATHCART et al., 2008; TRAPP et al.,
2007). Por outro lado, em repouso, o lactato produzido pelos músculos
esqueléticos é rapidamente transportado para o sangue e a captação desse
por parte dos músculos é pequena (BROOKS, 1986
a
; GLADDEN 2000;
BROOKS, 2000).
Durante exercícios de alta intensidade e curta duração, os músculos
produzem lactato rapidamente, sob essa condição verifica-se a formação de
um gradiente positivo do lactato no músculo quando comparado com a corrente
sangüínea, o que pode resultar em alta concentração intracelular de lactato.
Sob esse quadro, a recuperação do lactato sanguíneo para o tecido muscular
ocorre, mas em pequena escala se comparada à sua taxa de produção e
liberação para a corrente sanguínea (BROOKS, 1986
a,b
; GLADDEN 1998;
BROOKS, 2000; GLADDEN, 2004; BROOKS, 2007).
Contudo, diversos estudos indicam a possibilidade de que após a
atividade, durante o repouso, ou mesmo durante atividades em intensidade
leve ou moderada de longa duração, pode ocorrer à captação do lactato
sanguíneo pelos músculos inativos e músculos que estão em atividade leve ou
moderada, embora essa hipótese não tenha sido testada diretamente
(PILEGAARD et al., 1993; GLADDEN 1998; BROOKS, 2000; BROOKS, 2007).
Em exercícios de longa duração e de leve à moderada intensidade, os
músculos ativos liberam lactato na corrente sangüínea no início da atividade e
podem, eles mesmos, bem como outros músculos e tecidos, utilizá-lo como
fonte energética para oxidação em momentos posteriores da atividade, quando
o estado estável de produção e demanda energética for alcançado (GLADDEN
1998; BROOKS, 2000; GLADDEN, 2004; BROOKS, 2007). Dessa forma, a
12
lactacidemia aumenta no início da atividade e posteriormente regride,
mantendo-se estável e, dependendo da intensidade do exercício, aproximando-
se dos níveis de repouso (BROOKS, 2000; McARDLE et al, 2003).
Diversos estudos demonstram que os diferentes tipos de fibras
musculares estão relacionados com o comportamento de produção/consumo
de lactato citado acima. Um mesmo músculo pode, no mesmo momento,
apresentar produção e consumo de lactato, produção por parte das fibras de
contração rápida (brancas), e consumo (pela oxidação) por parte de suas fibras
de contração lenta (vermelhas) (PILEGAARD et al., 1993; JUEL &
HALESTRAP, 1999; GLADDEN, 2000; BROOKS, 2000; BROOKS, 2007).
Kelley et al. (2002), conduziram estudo em músculo gastrocnêmio
isolado de cães após perfusão sangüínea com concentração de 9mmol/L de
lactato, marcado com carbono
14
radioativo, para observar o metabolismo do
lactato e do glicogênio em repouso e em contração (estimulação elétrica). Eles
observaram que tanto em repouso quanto em atividade, a maior parte do
lactato foi utilizado como substrato energético pelas células musculares.
Outros estudos em animais com características fisiológicas similares
corroboram tais achados, demonstrando que as células musculares utilizam
lactato de natureza exógena, quando perfundido, como substrato para
ressíntese de ATP (GLADDEN, 2000; HAMANN, 2001).
Miller et al. (2002) investigaram essa resposta em humanos. Para tanto,
indivíduos do sexo masculino ativos fisicamente, foram submetidos a sessões
de exercício em cicloergômetro (90 minutos de duração em intensidades
correspondentes a 55%VO
2pico
e 65%VO
2pico
) e infundidos com 4mmol/L de
lactato, por meio da veia braquial no decorrer do exercício. Ao comparar as
sessões de exercício com infusão e em relação à situação controle (exercício
sem infusão), notaram uma relação inversa entre a oxidação de lactato e a
diminuição da glicose, ou seja, a oxidação de lactato aumenta enquanto a
concentração de glicose diminui. Dados observados em ambas as intensidade
de exercício avaliadas. Demonstrando assim que o lactato é um hidrato de
carbono útil e muito utilizado pelas células em situações de alta demanda
energética.
Estudo de Roef et al. (2003) confirmam tais achados ao investigar
humanos durante realização de exercício de baixa intensidade (34%VO
2pico
) em
13
cicloergômetro, e acrescentam que a gliconeogênise hepática total a partir do
lactato aumenta quando da presença de altas concentrações de lactato, bem
como, a presença de lactato preserva a glicose sanguínea, mostrando a função
poupadora de glicose e o papel de precursor gliconeogênico do lactato.
Além do tecido muscular esquelético, o coração também é um grande
consumidor de lactato. De fato, o coração é mais oxidativo que o mais oxidativo
dos músculos esqueléticos, o que torna esse órgão um consumidor ativo de
lactato em situações de repouso e exercício (BONEN, 2000; BONEN et al.,
2000; GLADDEN, 2004).
Gertz et al. (1988) investigaram o substrato utilizado pelas células
cardíacas durante exercício de intensidade leve (40%VO
2Máx
) em indivíduos
treinados. Para tal, utilizaram infusão de lactato marcado com carbono
14
radioativo e identificaram oxidação de praticamente todo o lactato marcado.
Assim, pela primeira vez em humanos foi demonstrado o consumo de lactato
pelas células cardíacas durante o exercício.
Mais recentemente, Zhou et al. (2006) após investigarem o metabolismo
cardíaco por meio de modelos computacionais, demonstraram que os miócitos,
em situações de alta demanda energética (por exemplo, durante o exercício),
têm preferência em utilizar o lactato como substrato energético.
De fato, anteriormente, Stanley (1991) já havia relatado que a capitação
e subseqüente oxidação do lactato pelas células cardíacas estão diretamente
relacionadas com a concentração de lactato no sangue.
Durante o exercício físico, a concentração de lactato sanguíneo, o fluxo
sanguíneo pelo miocárdio e a demanda energética nesse tecido estão
aumentadas. Todos esses fatores modulam a seleção do substrato utilizado
pelos miócitos e o lactato passa a ser o substrato energético mais utilizado pelo
tecido cardíaco, representando 60% do total de substratos utilizados
(STANLEY, 1991).
Estudos empregando moléculas marcadas de lactato, indicam que
praticamente todo lactato captado pelo coração é oxidado (GERTZ et al., 1988;
STANLEY, 1991; CHATHAM et al., 2001).
Outro tecido consumidor de lactato é o cérebro. Diversos estudos têm
demonstrado que o cérebro oxida lactato particularmente durante exercício
intenso (DIENEL, 2004; DALSGAARD, 2006; SIMPSON et al., 2007;
14
BERGERSEN et al., 2002) e continua captando e oxidando lactato até 30
minutos após o esforço (IDE et al., 2000). Entretanto, a captação de lactato por
parte desse tecido parece não ser significativa em relação à concentração
sanguínea de lactato em todo o corpo durante a realização de exercícios
(GLADDEN, 2004). Contudo, alguns estudos recentes têm apontado para a
existência de alguma relação entre o fluxo sanguíneo para o cérebro e a
captação de lactato no surgimento da fadiga central, mas tal mecanismo ainda
não está esclarecido (DALSGAARD, 2006; BERGERSEN, 2007; SECHER,
2008; SIMPSON et al., 2007).
Assim sendo, a produção e remoção de lactato é um processo
contínuo, onde o mesmo é produzido e consumido in loco ou à distância, por
diversos tecidos do corpo, durante o repouso e o exercício.
Devido à grande quantidade de estudos, fica claro que a produção de
lactato representa um mecanismo importante para que diferentes tecidos
possam compartilhar de uma mesma fonte de energia química.
O lactato realiza armazenamento temporário de H
+
e é um metabólito
precursor de glicogênio nos hepatócitos. Tais condições oferecem
oportunidade para manutenção sustentada de ressíntese de ATP em diversos
tecidos e diferentes situações de demanda energética.
Além disso, alguns estudos apontam uma função sinalizadora do lactato,
a ponto de ter sido chamado por Brooks (2002) como pseudo-hormônio, por
estar relacionado com o estímulo a ações regenerativas (anabólicas)
(TRABOLD et al., 2003), ao aumento da atividade de fibroblastos (GREEN et
al., 1964) e ao aumento do fator de crescimento endotelial (VEGF)
(CONSTANT et al., 2000; TRABOLD et al., 2003), o que aumenta a lista de
funções integrativas do lactato.
Contudo, para que o papel integrador do lactato seja efetivo, faz-se
necessário um mecanismo de transporte através da membrana plasmática
adequado em todas as células dos diferentes tecidos capazes de metabolizá-
lo, até por que, o rápido transporte do lactato através da membrana plasmática
é fundamental para o metabolismo celular e importante para manutenção do
pH intracelular (POOLE & HALESTRAP, 1993).
Até recentemente, acreditava-se que o lactato produzido era transferido
do citosol para o sangue via difusão simples (JUEL & HALESTRAP, 1999;
15
PHILP et al., 2005; GLADDEN, 2004). Entretanto, Brooks (1986
b
) ao analisar
os resultados de uma série de estudos, passou a questionar aspectos
relacionados ao transporte do lactato e introduziu a hipótese das lançadeiras
de lactato (lactate shuttles).
2.2. TRANSPORTADORES DE LACTATO
Como foi dito, até recentemente, acreditava-se que o lactato produzido
era transferido via difusão simples e que Brooks (1986
b
) introduziu a hipótese
das lançadeiras de lactato.
A hipótese das lançadeiras de lactato se baseia no fato de que o
transporte do lactato pela membrana plasmática ocorre por meio de transporte
facilitado e não por difusão simples. Nesse sentido, Brooks (1986
b
), autor da
hipótese, sugere que o lactato é capaz de ser transferido do seu local de
produção para células vizinhas, bem como para uma grande variedade de
órgãos, via corrente sanguínea, com o objetivo de ser oxidado ou mesmo servir
como substrato para gliconeogênise, por meio de proteínas específicas
(Figura 3).
Trabalhos utilizando técnicas de vesículas sarcoplasmáticas gigantes
oriundas de células musculares (técnica de cultura de células que permite o
isolamento das vesículas celulares para posterior análise) permitiram estudar
mais detalhadamente o fluxo de lactato pela membrana plasmática (POOLE &
HALESTRAP, 1993; JUEL, 1997; JUEL & HALESTRAP, 1999; BROOKS,
2000), indicando que o transporte de lactato através da membrana plasmática
era mediado por um sistema protéico de transporte.
JUEL (1997) chamou a atenção para o fato de que o músculo e muitos
outros tecidos possuíam um sistema de transporte de membrana que
transportava a molécula de lactato acoplada com um H
+
, além de observar que
existem diversas isoformas dessas proteínas e que tais isoformas possuem
propriedades e características funcionais específicas que são determinadas
pelo tipo de fibra muscular ou do tecido em que estão localizadas.
16
Figura 3. Esquema representativo dos processos envolvidos na hipótese das lançadeiras de
lactato de acordo com Brooks (1986). (1) A Glicose entra na célula por transportadores
específicos e sofre reações que o convertem em piruvato; (2) O Piruvato entra na mitocôndria e
é oxidado no ciclo do ácido cítrico (TCA) (3); (4) Quando essa via satura, a LDH reduz o
piruvato a lactato; (5) O lactato pode ser removido da célula ou enviado diretamente para
dentro da mitocôndria por transportadores específicos; (6) Quando o lactato entra na
mitocôndria ele sofre ação da mLDH (Lactato desidrogenase mitocôndrial) que o oxida
novamente em piruvato; (7) Proposta da lançadeira intracelular de lactato. (PHILP et al. 2005).
Nesse sentido, uma série de trabalhos empregando técnicas
moleculares (clonagem e sequenciamento de DNA) e sequenciamento de
proteínas, realizados a partir da década de 90 findaram por concluir que de fato
existe um sistema protéico de transporte de lactato e outras substâncias
carboxiladas (piruvato, ácidos graxos de cadeia ramificada, derivados da
leucina, valina e isoleucina, corpos cetônicos, β-hidroxibutirato e acetato) no
músculo (KIM et al., 1992; GARCIA et al, 1994b; JACKSON et al., 1995;
CARPENTER et al., 1996; HALESTRAP et al., 1997).
Ainda nesse período, outros estudos verificaram a presença dessa
proteína em diversos tecidos, fora dos músculos esqueléticos (JACKSON et al.,
1997; KOEHLER-STEC et al., 1998; GERHART et al., 1998).
Mais tarde, após a identificação da existência de proteínas
transportadoras de elementos carboxilados, alguns estudos passaram a
identificar a existência de relação entre alterações no transporte de lactato
induzidas por atividade crônica dos músculos e a modulação da expressão
dessas proteínas transportadoras (BONEN et al., 1997; BONEN et al., 2000
a
;
17
DUBOUCHUD et al., 2000; EVERTSEN et al., 2001; TONOUCHI et al., 2002;
YOSHIDA et al., 2004; COLES et al., 2004; BISHOP et al., 2006; THOMAS et
al., 2007).
Tais estudos demonstraram claramente que tanto o lactato quanto
outros elementos monocarboxilados, como, piruvato, ácidos graxos de cadeia
ramificada derivados da leucina, valina e isoleucina, bem como, corpos
cetônicos, β-hidroxibutirato e acetato, atravessam a membrana plasmática por
meio de um sistema de transporte protéico saturável e específico, o qual
recebeu o nome de monocarboxylate transporters (MCT).
Como será discutido adiante, existem diversas isoformas de MCT, cada
qual localizada em tecidos específicos e com afinidade por substratos
(monocarboxilados) específicos. Entretanto, parece que o mecanismo de
transporte ocorre da mesma maneira, independente do substrato transportado
ser lactato ou outra substância monocarboxilada. Tal mecanismo de transporte
ocorre por meio de acoplamento (1:1) entre uma molécula monocarboxilada e
um H
+
ou sódio (dependendo da isoforma) no transportador (JUEL &
HALESTRAP, 1999; HALESTRAP & MEREDITH, 2004).
Estudos com vesículas sarcoplasmáticas animais e humanas indicam
que a taxa de transporte do lactato pode variar entre 13 e 40 K
m
(constante de
Michaelis, K
m
) o que indica com precisão a existência de um transportador
protéico especifico (JUEL & HALESTRAP, 1999; HALESTRAP & PRICE,
1999).
Assim, os MCT’s, como são identificadas as diferentes isoformas das
proteínas carreadoras de lactato, possuem papel central no metabolismo da
glicose e na comunicação entre células e tecidos. Promovendo transporte
adequado ao lactato, permitem que esse integre o metabolismo energético
glicolítico e oxidativo, bem como, promova substrato para gliconeogênise e
lipogênise (Figura 4) (POLLE & HALESTRAP, 1993; PHILP et al., 2005;
BROOKS, 2007).
18
2.3. IDENTIFICAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DA FAMÍLIA DOS MCT´s
2.3.1. MCT1
Inicialmente, o transporte de lactato foi mais investigado em eritrócitos
devido a grande quantidade e facilidade em se obter essas células (POOLE &
HALESTRAP, 1992; POOLE & HALESTRAP, 1994; KIN et al., 1992; POOLE &
HALESTRAP, 1997).
Figura 4. Esquema gráfico das vias metabólicas que necessitam de transporte de elementos
monocarboxilados através das membranas mitocôndrial e plasmática. As siglas, Glc-1-P e Glc-
6-P, significam Glicose 1-fosfato e glicose 6-fosfato respectivamente; Ac representa
acetoacetato; e β-HB representa β-hidroxibutirato (Adaptado de HALESTRAP & PRICE, 1999).
Oxidação,
lipogênise, glicólise
anaeróbica.
Gliconeogenise
Ciclo de Cori
Ciclo da Alanina
Glicólise
Anaeróbica
Gliconeogenise
Lipogênise e
Oxidação
Metabolismo de
corpos cetônicos
19
Estudos conduzidos por Polle & Halestrap (1992) utilizando inibidores
específicos [4,4’diisothiocianatostilbene-2,2’-dissulfonato (DIDS) e α-cyano-4-
hidroxiacinamato (CHC)], para o transporte do lactato em eritrócitos, mostraram
que a massa molecular dos transportadores de lactato em eritrócitos de ratos
era de aproximadamente 45kDa, enquanto que em coelhos essas proteínas
tinham massa molecular entre 50kDa. Dados obtidos por meio da extração e
separação eletroforética das proteínas de membrana.
No mesmo período, Kim et al. (1992), investigaram o sequenciamento da
proteína responsável pela captação de mevalonato (MEV) em células do ovário
de hamster chinês que exibiam uma taxa de transporte de mevalonato
incomum. Após o sequenciamento e a clonagem dessa proteína, concluíram
que a proteína não tinha uma altíssima taxa de transporte de mevalonato, mas
que transportava outras substâncias, independente do mevalonato. Mais tarde,
essa proteína transportadora foi chamada de MCT, pelo fato das substâncias
que transportava serem elementos monocarboxilados.
Em seqüência, estudos de caracterização molecular conduzidos por
Garcia et al. (1994
a
) em tecido muscular de hamster demonstraram que tais
proteínas tinham alta afinidade por substâncias monocarboxiladas e foram
denominadas MCT1.
Em seqüência, o MCT1 de humanos, ratos e camundongos foram
clonados e mostraram homologia de 95% com a seqüência protéica do MCT1
das células do ovário de hamster chineses obtidas anteriormente (KIM et al.,
1992; GARCIA et al, 1994
b
; JACKSON et al., 1995).
Entre os anos de 1994 e 1996, estudos empregando sequenciamento de
DNA (GARCIA et al., 1994
b
; JACKSON et al., 1995) identificaram a localização
cromossômica do gene MCT1 em diversas espécies.
Assim, segundo Garcia et al. (1994) o MCT1 humano (SLC16A1)
localiza-se no cromossomo 1 braço curto(p) nas bandas13.2-12 (Figura 5).
Entretanto, apesar da identificação e clonagem do gene MCT1, os
diversos estudos investigando o transporte de monocarboxilados em células
vermelhas do sangue e outros tecidos, tais como o coração e hepatócitos,
indicavam para a existência de uma família de MCT’s (HALESTRAP et al.,
1997; HALESTRAP & MEREDITH, 2004).
20
2.3.2. MCT2
A hipótese da existência de uma família de MCT foi confirmada após o
sequenciamento e a clonagem do MCT2 por Garcia et al. (1995), a partir de
células de fígado de hamster. Estudo comparativo da seqüência genômica do
MCT2 em relação ao MCT1 mostrou uma homologia de 60%, bem como
similaridade nas características funcionais, nessa espécie. Entretanto, existe
uma grande diferença na distribuição entre os tecidos desses dois MCT’s
(HASHIMOTO et al., 2005).
Figura 5. Mapa cromossômico do lócus do SLC16A1 humano. SCH representa a localização
do gene humano do MCT1, 1p13.2-p12 cromossomo 1 (GARCIA et al., 1994).
Posteriormente, o MCT2 foi identificado e clonado em ratos e
camundongos, o que permitiu identificar seus sítios de expressão (JACKSON
et al., 1997; KOEHLER-STEC et al., 1998; GERHART et al., 1998).
21
Em ratos, camundongos e hamsters, o MCT1 foi encontrado em
eritrócitos e na superfície basolateral das células epiteliais do intestino, já o
MCT2 não é detectável nestes tecidos, mas é abundante na superfície dos
hepatócitos, e no cérebro (JACKSON et al., 1997; KOEHLER-STEC et al.,
1998; GERHART et al., 1998). No rim o MCT1 foi encontrado na superfície
basolateral nas células dos túbulos proximais, enquanto que o MCT2 foi
identificado apenas nos dutos distais (GARCIA et al, 1995). No epidímo
proximal e na cabeça dos espermatozóides também é possível identificar o
MCT1, enquanto que o MCT2 é encontrado na cauda dos espermatozóides e
em todo o epidímo (GARCIA et al., 1995).
Apenas nos hamsters, ambos os transportadores foram identificados em
miócitos e nas fibras vermelhas do músculo esquelético. Contudo, no músculo
esquelético e no coração, o MCT1 se faz muito mais presente do que o MCT2
(JACKSON et al., 1994; GARCIA et al., 1995).
Em seguida o MCT2 em humanos foi clonado e identificado (JACKSON
et al., 1994), seu gene (SLC16A7) esta presente no cromossomo 12, braço q –
banda 13 (12q13) (HALESTRAP & MEREDITH, 2004). Contudo, esse
transportador é fracamente expresso na maior parte dos tecidos humanos
(PRICE et al., 1998; LIN et al, 1998; HALESTRAP & MEREDITH, 2004).
2.3.3. MCT3 e MCT4
O próximo membro da família dos MCT’s identificado foi o MCT3, o qual
foi clonado a partir de células epiteliais da retina de galináceos (YOON et al.,
1997; PHILP et al., 2001; PHILP et al., 2003). Diferente do MCT1 e MCT2, que
são encontrados em diversos tecidos, o MCT3 é encontrado apenas nas
células epiteliais da retina (PHILP et al, 2003).
Estudos posteriores identificaram novos possíveis membros da família
dos MCT’s, as proteínas identificadas exibiam seqüências similares ao MCT1
(25-50%) e incluía uma isoforma humana que era em 67% similar ao MCT3
identificado em galináceos, 43% similar ao MCT1 e 45% similar ao MCT2. Essa
proteína foi denominada MCT3 de mamíferos (WILSON et al., 1998; PRICE et
al. 1998).
22
Investigações relacionadas à distribuição do MCT3 de mamíferos, por
meio de quantificação de proteína e mRNA, demonstraram que essa isoforma é
encontrada em diferentes tecidos, com uma forte presença no tecido muscular.
Tal dado diverge do relatado para o MCT3 de galináceos, que foi encontrado
apenas na retina dessa espécie (WILSON et al., 1998; PRICE et al., 1998).
Trabalhos conduzidos por Philp et al. (1997) e Yoon & Philp (1998)
encontraram, em células epiteliais da retina de ratos e camundongos, um
transportador equivalente ao MCT3 de galináceos, mas diferente do MCT3 de
mamíferos indicado por WILSON et al. (1998). A distribuição desse novo MCT3
foi investigada por meio de anticorpos específicos e se mostrou restrita as
células da retina, exatamente como o MCT3 de galináceos (YOON & PHILP,
1998; PHILP et al., 2001).
Nesse sentido, o primeiro MCT3 de mamíferos identificado não é
equivalente ao MCT3 de galináceos, e sim o segundo MCT3 de mamíferos.
Assim, o primeiro MCT3 de mamíferos, que foi encontrado inclusive no tecido
muscular foi renomeado como MCT4 (SLC16A3), e esta localizado no
cromossomo 17, posição 17q25. Já o segundo MCT3 de mamíferos,
encontrado apenas nas células da retina, continuou sendo chamado de MCT3
ou REMP (SLC16A8, localização: cromossomo 22; 22q12.3-q13.2) (PHILP et
al., 2001; HALESTRAP & PRICE, 1999; HALESTRAP & MEREDITH, 2004).
Em estudos com células de xenopus, Bröer et al. (1998) confirmaram o
transporte de lactato acoplado a um próton por meio do MCT4. O gene MCT4 é
largamente expresso em diversos tecidos, principalmente àqueles com alto
metabolismo glicolítico, fibras brancas do músculo esquelético, células
vermelhas do sangue e astrócitos (PRICE et al., 1998; WILSON et al., 1998;
DIMMER et al., 2000; BERGERSEN et al., 2002).
Tal apontamento destaca a importância desse transportador na
manutenção de condições fisiológicas favoráveis à produção sustentada de
energia em tecidos altamente glicolíticos (HALESTRAP & MEREDITH, 2004).
Diferente do MCT1, o MCT4 não é largamente expresso pelas células
cardíacas, exceto em ratos no período neonatal, onde o metabolismo glicolítico
é importante para atender a demanda energética (HALESTRAP & PRICE,
1999; WILSON et al., 1998; HATTA et al., 2001).
23
O transportador MCT4 tem baixa afinidade pela maior parte dos
substratos e inibidores que agem sobre o MCT1, assim os valores de K
m
são
cerca de 5 a 10 vezes maiores que no MCT1 (DIMMER et al., 2000).
2.3.4. MCT 5, 6 e 7
Poucos estudos estão disponíveis com as propriedades do MCT5
(SLC16A4), MCT6(SLC16A5) e MCT7(SLC16A6), esses transportadores são
de 25% a 30% similares ao MCT1 (PRICE et al., 1998). Com relação a
localização em humanos, estão: a) SLC16A4 (MCT5) no cromossomo 1;
posição 1p13.3; b) o SLC16A5 (MCT6) no cromossomo 17; posição 17q25.1; e
c) o SLC16A6 (MCT7) no cromossomo 17; posição 17q24.2.
Figura 6. Northern Blot da distribuição das isoformas de MCT em diferentes tecidos humanos.
No músculo esquelético as isoforma 1 e 4 são as mais encontradas. O MCT2 é pouco
expresso em humanos. O MCT5 é fortemente expresso nos rins, e em menor escala na
próstata, nos músculos e na placenta. O MCT6 é expresso no coração, músculos esqueléticos
e fígado. O MCT7 é expresso no cólon, intestino, ovário, próstata, Timo, pâncreas, fígado,
pulmão, cérebro e coração (PRICE et al., 1998).
L
e
u
c
ó
c
i
t
o
24
Entretanto, alguns estudos investigaram, por meio Northern Blot, a
distribuição dessas isoformas em tecidos humanos e de ratos (PRICE et al.,
1998; BONEN et al., 2006).
Em humanos o MCT5 é relevantemente expresso nos rins, além de ser
identificado, em menor escala na próstata, nos músculos esqueléticos, na
placenta e no coração. Já o MCT6 é encontrado, em baixa concentração,
apenas no pâncreas e no cérebro. Enquanto o MCT7 é encontrado no cólon,
intestino, ovário, próstata, timo, pâncreas, fígado, pulmão, cérebro e coração
(Figura 6) (PRICE et al., 1998; IWANAGA et al., 2006).
Bonen et al. (2006) identificaram baixa concentração de MCT5 em
músculos de ratos (Gastrocnêmio branco e vermelho). No mesmo estudo, os
autores observaram a existência de MCT6 no coração, no músculo esquelético
e no fígado. Enquanto que o MCT7 foi observado no cérebro, nos testículos e
no fígado.
Na figura 6 é possível observar a variação de expressão das diferentes
isoformas de MTC (MTC 1;2;4;5;6;7), em humanos a partir de estudo realizado
por Price et al. (1998), que utilizou diferentes tecidos em estado de repouso.
2.3.5. OUTROS MEMBROS DA FAMÍLIA MCT
O MCT8 faz parte da família dos MCT’s apesar de não transportar
lactato nem aminoácidos, mas sim hormônios tiroidianos (T3 e T4). Diferente
dos outros MCT’s, o MCT8 realiza o transporte desses hormônios de modo
independente ao acoplamento de próton ou sódio (HALESTRAP & PRICE,
1999). Originalmente foi identificado como XPCT, logo após foi renomeado à
MCT8 e está localizado no cromossomo Xq13.2 (LAFRENIERI et al., 1994;
WILSON et al., 1998; PRICE et al., 1998).
O MCT8 é largamente expresso nos tecidos humanos, contudo, vale
ressaltar que sua expressão é mais forte no coração e no fígado (PRICE et al.,
1998). Em ratos, uma proteína homologa ao MCT8 foi identificada e é expressa
em abundância no rim e no fígado (DEBRAND et al., 1998).
O fato que chama a atenção no gene do MCT8 (DXS128E) é que ele
codifica uma proteína com seqüência N-terminal semelhante ao MCT1,
entretanto, com um domínio PEST, seqüência que indica rápida degradação
25
por proteólise. Contudo a função dessa rápida degradação continua
desconhecida (LAFRENIERI et al., 1994; RECHSTEINER & ROGERS, 1996;
HALESTRAP & MEREDITH, 2004).
O MCT9 (SLC16A9 – Cromossomo 10, posição 18B5.3 ) foi identificado
a partir de pesquisas no genoma humano, assim como o MCT11(SLC16A11 -
17p13.1), o MCT12 (SLC16A12 - 10q23.31), o MCT13 (SLC16A13 - 17p13.1) e
o MCT14 (SLC16A14 - 2q36.3), entretanto, não existem dados sobre suas
propriedades, funções nem tão pouco sobre sua distribuição (HALESTRAP &
PRICE, 1999).
2.3.6. MCT MITOCONDRIAL
Ao investigar o substrato energético predominante durante exercícios
sustentáveis de baixa e moderada intensidade, Brooks (1998) observou que
fatores endócrinos e intracelulares poderiam ser determinantes na seleção de
substratos e que apenas um mecanismo intermediário entre o metabolismo
oxidativo e glicolítico seria capaz de sustentar a demanda energética durante
situações desse tipo. Visto que o lactato representa um metabólito chave na
mediação entre tais vias metabólicas, nasceu a hipótese da existência de uma
lançadeira intracelular de lactato.
A lançadeira intracelular de lactato foi proposta como uma via para os
produtos da glicólise (piruvato e H
+
), quando na forma de lactato serem
transferidos para dentro da mitocôndria para oxidação. Em fibras vermelhas e
células cardíacas a lançadeira-intracelular de lactato seria a principal via pela
qual os carbonos e os equivalentes redutores oriundos da glicólise seriam
transferidos à mitocôndria, assim, tornando o NAD
+
citolítico regenerado para
continuar a glicólise. (BROOKS et al., 1999
a,b
; CHATHAM et al., 2001; BURTZ
et al., 2004; HASHIMOTO et al., 2005).
Apesar de o piruvato poder ser transferido para a mitocôndria, a maior
parte desse metabólito é reduzido à lactato, principalmente em situações de
hipóxia ou alta demanda energética, devido à alta atividade da LDH,
principalmente no sentido da redução de piruvato à lactato (BROOKS 1999
a,b
;
GLADDEN, 2004; HASHIMOTO et al., 2005).
26
Devido a essas observações, a idéia de que o lactato retirado do
ambiente extracelular era re-convertido em piruvato e H
+
no citosol pela LDH
para posteriormente participarem do metabolismo oxidativo na mitocôndria,
passou a ser questionada (GLADDEN, 2004).
A partir de então diversos estudos passaram a reportar evidências sobre
a presença de componentes chave para a existência de um mecanismo de
transporte de lactato na membrana mitocondrial.
Brooks et al. (1999
a
), identificaram a presença de MCT1 na membrana
interna de mitocôndrias isoladas de células cardíacas e musculares, por meio
de Western Blotting, bem como, relataram a existência de LDH intra-
mitocondrial (mLDH) após estudarem essas mitocôndrias.
Mais tarde, Brooks et al. (1999
b
) observaram a captação e oxidação
direta do lactato por mitocôndrias isoladas de células cardíacas, musculares e
hepáticas de ratos, sem a necessidade de conversão prévia (no citoplasma) de
lactato em piruvato e H
+
.
Figura 7. Ilustração do funcionamento do transporte intracelular de lactato (GLADDEN, 2004).
A glicose é degrada a piruvato, esse pode ser transportado para a mitocôndria, o que acontece
via MCT1 com acoplamento de H
+
, ou ser reduzido à Lactato. Esse último pode ser
transportado até a mitocôndria pelo mesmo sistema, por meio de MCT1 quando acoplado a um
H
+
. Dento da mitocôndria a mLDH age sobre o lactato oxidando-o novamente à piruvato, que
será oxidado no ciclo do ácido cítrico. Os agentes redutores produzidos pela glicólise na sua
fase anaeróbia são transferidos, durante todo o processo, para dentro da mitocôndria e
encaminhados para a cadeia de transporte de elétrons (CTE) por meio de lançadeiras
específicas (malato-aspartato) ou acoplados ao MCT1 durante o transporte de piruvato ou
lactato. LDH, Lactato Desidrogenase; LDH*, Lactato Desidrogenase Mitocôndrial; PYR,
Piruvato; TCA, Ciclo do ácido cítrico; ETC. Cadeia de transporte de elétrons; SHUTLES,
lançadeira malato-aspartato.
27
Nesse contexto, o lactato produzido constantemente pela célula, mesmo
em situações com taxa de produção aumentada devido ao grande metabolismo
glicolítico, é transportado para dentro da mitocôndria por meio do transportador
MCT1 existente na membrana mitocondrial interna. Na matriz mitocondrial o
lactato é convertido à piruvato e H
+
pela ação da lactato desidrogenase
mitocondrial (mLDH). Esse então sofre a ação da enzima PDH que o catalisa
em acetil-CoA, o qual continua a ser oxidado no ciclo do ácido cítrico. Vale
lembrar que não apenas o piruvato continua a ser oxidado, mas também os
equivalentes redutores que resultaram da conversão de lactato em piruvato,
nesse sentido, influenciando na atividade das lançadeiras malato-aspartato e
glicerol fosfato (Figura 7) (BUTZ et al., 2004).
Figura 8. Ilustração do complexo mitocôndrial de oxidação do lactato. Lactato é convertido a
piruvato via mLDH em associação com a COX. O transporte de piruvato através da membrana
interna da mitocôndria é facilitado pelo MCT1. GP: Glicerol Fosfato; Mal-Asp: Malato –
Aspartato; ETC: Cadeia de transporte de elétrons; TCA: Ciclo do acido cítrico. (HASHIMOTO et
al, 2006).
Mais recentemente HASHIMOTO et al. (2006) investigaram a
localização, por meio de scanner a laser confocal, da mLDH, do MCT1
mitocondrial, e da CD147, possível chaperona da proteína MCT1. Os
resultados indicaram que esses elementos ficam localizados no retículo
Membrana
Interna
Membrana
Externa
28
mitocondrial e que interagem em grande escala com a citocromo oxidase
(COX) e a CTE, confirmando a existência de um complexo mitocondrial
específico para a oxidação do lactato. Na figura 8 é possível observar a
interação entre os elementos que viabilizam a oxidação do lactato pela
mitocôndria.
2.4. CARACTERÍSTICAS GERAIS DOS MCT’s
Em geral, os MCT’s possuem entre 10 e 12 segmentos transmembrana
(TM) alfa-helicoidal (12TM nos MCT´s 1, 2, 3, 7 e 8; e entre 10 e 12TM para os
demais MCT’s), com as terminações N e C intracelulares e um grande laço
(loop) intracelular entre os segmentos 6 e 7. Essa estrutura foi investigada por
Polle et al. (1997) em eritrócitos inatos de ratos e pode ser observada na Figura
9.
Figura 9. Proposta de tipologia do MCT1 (POLLE et al, 1997). De modo geral, os MCT’s
possuem entre 10 e 12 segmentos transmembrana (TM) alfa-helicoidal, com as terminações N
e C intracelulares e um grande loop intracelular entre os segmentos 6 e 7. Essas
características são comuns a todos os membros da família de transportadores. As metades N e
C terminais da proteína transportadora possuem características diferentes. A metade N-
terminal (hélices 1-6) tem um nível mais alto de conservação do que a metade C-terminal
(hélices 7-12), o que propõe que a terminação N esteja associada ao acoplamento energético
(via H
+
ou Sódio) e o setor C-terminal é determinante na seleção do substrato alvo. O loop
intracelular entre os segmentos 6-7 pode variar sensivelmente entre os membros da família.
Segundo Juel & Halestrap (1999) essas características são comuns a
todos os membros da família de transportadores, contudo, parece ser
29
improvável que todos os 12 segmentos estejam envolvidos diretamente no
transporte de seus substratos. Entretanto, provavelmente são essenciais para
outros aspectos de sua função, como a regulação da atividade do transporte e
manutenção da estrutura protéica.
As regiões N e C terminais da proteína transportadora possuem
características diferentes. A metade N-terminal (hélices 1-6) tem um nível mais
alto de conservação do que a metade C-terminal (hélices 7-12), o que propõe
que as metades possuam funções distintas. A porção N-terminal possivelmente
é importante para o acoplamento energético (via H
+
ou Sódio) e para a
manutenção estrutural, enquanto a porção C-terminal é determinante na
seleção do substrato alvo, uma vez que existem evidências que indicam que a
alteração do tipo de ligação (Fenilanina
360
para Cys) no segmento 10 do MCT1,
altera o substrato específico de lactato/piruvato para mevalonato (KIM et al.,
1992; JUEL & HALESTRAP, 1999).
Vale ressaltar ainda que a região da alça intracelular entre os segmentos
6-7 pode variar sensivelmente entre os membros da família. 93 resíduos são
encontrados na alça do MCT7, enquanto que observa-se 103 resíduos no
MCT5, 67 no MCT1, 49 no MCT2, 66 no MCT3, 47 no MCT6 e MCT8, além de
29 resíduos no MCT4 (HALESTRAP & MEREDITH, 2004).
2.5. PROPRIEDADES GERAIS DO TRANSPORTE DE LACTATO VIA MCT´s
O estudo do transporte de lactato em células vermelhas do sangue foi
bem caracterizado por meio de estudos com técnicas empregando isótopos
marcados (PHILP et al., 2005).
O mecanismo de transporte envolve uma ordem que inicia com o
acoplamento de um próton e um anion do lactato ao transportador. Essa ação é
seguida pela translocação do lactato e do próton, que atravessam a membrana
plasmática para posterior liberação do lactato e do próton do outro lado da
membrana (Figura 10) (DE BRUIJNE et al., 1983; 1985). Esse processo é
reversível até o momento em que equilíbrio é alcançado, ou seja, a razão entre
concentração de lactato intra e extracelular é igual à razão da concentração de
H
+
intra e extracelular ([lactato]
dentro
/[lactato]
fora
=[H
+
]
dentro
/[H
+
]
fora
), embora seja
improvável que esse equilíbrio ocorra no tecido muscular.
30
O fator limitante para as taxas de fluxo de lactato é a liberação do lactato
e do H
+
após atravessarem a membrana, o que faz com que o ciclo do
transporte através da membrana esteja completo, permitindo que o
transportador retorne ao seu estado livre.
Figura 10. Representação esquemática da cinética de transporte do MCT1. Taxas constantes
de concentração de H
+
determinam o transporte para dentro ou para fora da membrana
plasmática de diferentes substâncias monocarboxiladas. O equilíbrio entre as concentrações
emperra o sistema (JUEL & HALESTRAP, 1999).
Com altas taxas no transporte, o pH pode ser reduzido a algo entre 6 e 8
no lado em que o lactato é adicionado, sob essa situação o transporte é
alterado pela redução na taxa de transporte de lactato, por meio do
impedimento da conclusão do ciclo completo do transporte.
Apesar de grande parte dos estudos investigarem as propriedades e
características do MCT1, parece que, de maneira geral, as propriedades e
características do transporte de monocarboxilados é similar em todos MCT’s
(RITZHAUPT et al., 1998).
Lin et al. (1998), ao investigar as propriedades do MCT2, expressos em
células humanas e células de xenopus, demonstraram que o MCT2, apesar de
pouco expresso em tecidos humanos, tem grande afinidade por piruvato. Fato
que também foi observado em células de ratos por Bröer et al. (1998).
31
Não existem análises detalhas a respeito das características e
propriedades do MCT3 e do MCT4, entretanto, existem apontamentos que
demonstram a similaridade de suas propriedades com as do MCT1 em relação
aos aspectos de mecanismo de transporte e afinidade pelo lactato (WILSON et
al., 1998).
Contudo existem pequenas diferenças que devem ser ressaltadas.
Provavelmente, a principal diferença funcional entre o MCT1 e o MCT4 esteja
na velocidade de transporte do lactato. Estudos demonstram que o MCT4
possui um K
m
para o lactato entre 10-22mM. Tais valores são muito mais altos
do que os encontrados para o MCT1, provavelmente pelo fato de que o MCT4
tem menos afinidade por diferentes substratos e inibidores quando comparado
ao MCT1 (JUEL, 1997; JUEL & PILLEGARD, 1998).
2.6. ISOFORMAS MAIS ENCONTRADAS NO MÚSCULO ESQUELÉTICO
O tecido muscular esquelético representa o sítio de maior produção e
consumo de lactato (GLADDEN, 1998; BROOKS, 1998, BROOKS, 2000,
PHILP et al., 2005). A produção e o consumo de lactato ocorrem em sítios
específicos, onde as fibras brancas, com baixo conteúdo mitocondrial e
altamente dependente da glicólise anaeróbica para ressíntese de ATP, são as
maiores produtoras de lactato, enquanto que as fibras vermelhas, altamente
vascularizadas e com grande quantidade de mitocôndrias, são havidas
consumidoras desse metabólito (HALESTRAP & PRICE, 1999; JUEL &
HALESTRAP, 1999; PILEGAARD et al., 1999
b
; BONEN et al. 2000
a
; BROOKS,
2000; HALESTRAP & MEREDITH, 2004; GLADDEN, 2004; HASHIMOTO et al.
2005; PHILP et al., 2005; BONEN et al., 2006).
Na transição do repouso para a atividade física existe um crescimento
rápido na demanda energética, o que exige que a atividade glicolítica exceda a
atividade oxidativa, promovendo aumento das concentrações intracelulares de
lactato (SPRIET et al., 2000; McARDLE et al., 2003; VOET & VOET, 2006).
O lactato, junto de um H
+
, é removido da célula para a corrente
sanguínea e posteriormente recolhido por outra célula muscular para continuar
sendo utilizado como substrato energético (COGGAN et al., 1992; GLADDEN,
1998
a,b
; THOMAS et al., 2005). Tal capacidade torna o lactato um importante
32
intermediário na produção energética nos músculos esqueléticos, criando uma
conexão entre as vias glicolítica e oxidativa (BROOKS, 2002; 2007).
Nesse contexto, observa-se que o músculo esquelético necessita de um
rápido transporte de lactato por meio da membrana plasmática tanto para fora
quanto para dentro da célula, a qual mostra-se específico para cada tipo de
fibra e sua carga de trabalho (POOLE & HALESTRAP, 1993; BROOKS, 2000).
Inúmeros pesquisadores investigaram a presença dos MCT’s em tecidos
musculares com diferentes características, e confirmaram que esse tipo de
tecido co-expressa uma variedade de membros da família MCT (POOLE &
HALESTRAP, 1993; BROOKS et al., 1999
a,b
; PILEGAARD et al., 1999
b
;
BROOKS, 2000).
De maneira geral, observa-se uma pequena concentração de MCT2,
MCT5, MCT6 e MCT8 no músculo esquelético. Por outro lado o MCT1 e o
MCT4 são largamente encontrados (PILEGAARD et al., 1999
b
; BONEN et al.,
2000
a
; HASHIMOTO et al., 2005; BONEN et al., 2006). Vale destacar ainda,
que estudos também encontraram o MCT1 na membrana interna de
mitocôndrias (BROOKS et al., 1999
a,b
; HASHIMOTO et al., 2006).
Entretanto, mesmo entre os dois MCT’s mais presentes no tecido
muscular, existem diferenças em suas distribuições.
A magnitude da presença do MCT1 está diretamente relacionada com a
capacidade oxidativa da fibra muscular exatamente por possuir habilidade
excepcional em remover o lactato da corrente sanguínea para o interior das
células (BONEN et al., 2000
a
). O fato da presença desse transportador na
membrana mitocondrial reforça a afirmação de que o MCT1 é responsável pela
remoção do lactato circulante e fator primordial no direcionamento do lactato
até os sítios de oxidação (BONEN et al., 2000
a
; PHILP et al., 2005).
Por outro lado, o MCT4 é amplamente encontrado em fibras brancas de
contração rápida e pouco expresso por fibras oxidativas, de contração lenta
(WILSON et al., 1998; PILEGAARD et al. 1999; BONEN et al., 2006). Tal
constatação aponta para o fato de que o MCT4 facilita a saída do lactato de
dentro da célula para o líquido extracelular.
Essas observações indicam existir uma relação funcional oposta entre
MCT1 e MCT4 nas fibras de um mesmo músculo, dependendo da composição
de fibras do referido músculo.
33
Bonen et al., (2000
a
) investigaram a distribuição, o mRNA e a possível
existência de um pool intracelular do MCT1 e do MCT4 em diferentes músculos
de ratos (porções brancas e vermelhas do gastrocnêmio, plantar, EDL e
porções brancas e vermelhas do tibial anterior). Os investigadores também
pesquisaram a presença dos MCT’s em diferentes regiões da célula
(Membrana plasmática, Tríades, Túbulos T, Retículo Sarcoplasmático).
Os resultados mostraram que existe uma alta relação (r=0,94) entre o
mRNA e a proteína do MCT1, fato que não se reproduz em relação ao MCT4.
A relação invertida entre MCT1 e MCT4 nos tecidos foi confirmada (r=-0,94).
Também identificou-se relação entre o conteúdo das fibras e a presença dos
transportadores, quanto mais característica glicolítica possuia a fibra, mais
MCT4 (r=0,88) e menos MCT1 (r=-0,97) essa fibra expressava.
Ainda de acordo com Bonen et al. (2000
a
), em relação à localização dos
transportadores na fibra, ambos os transportadores pesquisados eram
fortemente presentes na membrana plasmática. Entretanto, o conteúdo dessas
proteínas em outras regiões da célula variou bastante. O MCT1 foi observado
praticamente todo na membrana plasmática, enquanto que o MCT4 foi
encontrado em quantidades substanciais na membrana, nos túbulos T, nas
tríades e no retículo sarcoplasmático. Também foi observada a existência de
um pool de MCT4 intracelular, o que levou os pesquisadores a indicarem que
possivelmente esse transportador pudesse ser translocado para a membrana
celular durante a contração muscular para permitir a saída do lactato. Contudo,
mais tarde, TONOUCHI et al., (2002), refugaram tal hipótese ao não observar
presença de pool intracelular relevante de MCT4 em músculos de ratos.
Mais recentemente, BONEN et al. (2006) investigaram a distribuição dos
MCT’s em diferentes tecidos de rato, entre eles o sóleo e o gastrocnêmio em
suas porções vermelha e branca, bem como no músculo vasto lateral de
humanos por meio da técnica de Western Bloting utilizando anticorpos
específicos para os MCT’s 1, 2, 4, 5, 6, 7 e 8.
Os pesquisadores identificaram que, em ratos, o MCT1 é expresso em
diversos tecidos, entretanto, corroborando com tantos outros estudos (BONEN
et al., 2000
a,b
; BONEN, 2001; HATTA et al., 2001), identificaram grande
quantidade de MCT1 no tecido muscular esquelético, principalmente nos
tecidos com predominância de fibras vermelhas, como o sóleo e a porção
34
vermelha do gastrocnêmio, bem como no coração. O MCT2 também foi
identificado em grande quantidade nos músculos esqueléticos, contudo, sua
função nesse tecido ainda não esta esclarecida. Assim como tantos outros
estudos, Bonen e seus colaboradores (2006) identificaram ampla presença do
MCT4 nos músculos esqueléticos (BAKER et al., 1998; TONOUCHI et al.,
2002; SEPPONEN et al., 2003; JUEL et al., 2004), predominantemente em
tecidos com alta taxa glicolítica (DIMMER et al., 2000; BONEN et al., 2000
a
;
TONOUCHI et al., 2002). Os MCT’s 5 e 6 também foram encontrados, só que
em baixas concentrações nos tecidos musculares dos animais.
No Vasto lateral de humanos, Bonen et al. (2006) identificaram a
expressão principalmente de MCT1 e MCT4, mas também observaram MCT2,
5, 6, 7 e 8, particularmente esse último, em muito baixas concentrações. Tais
apontamentos corroboram com estudos prévios realizados por diversos
pesquisadores (DUBOUCHAUD et al., 2000; PILEGAARD et al., 1999
a,b
).
Bonen et al. (2006) investigaram ainda os valores de K
m
nos MCT’s 1, 2
e 4 para os substratos piruvato e lactato. A investigação mostrou uma taxa de
transporte mais alta para o lactato em relação ao piruvato em todos os
transportadores. Especificamente em relação ao lactato, foram observados
valores de K
m (mmol/L)
de 4-6, 0,74 e 28-34 para MCT1, MCT2 e MCT4
respectivamente. Tais apontamentos corroboram com estudos de Juel (1997) e
Juel & Pilegaard (1998) que mostram uma maior capacidade de transporte do
MCT4 em relação aos demais transportadores.
Em uma análise final desses autores, podemos concluir que músculos
extremamente oxidativos, como o sóleo ou o gastrocnêmio vermelho, que
possuem um grande conteúdo de fibras oxidativas (Tipo I), expressam
largamente o MCT1, tanto na membrana plasmática como na membrana
mitocondrial. Enquanto que em tecidos com grande conteúdo de fibras de
contração rápida, como o gastrocnêmio branco ou a porção branca do tibial
anterior, o MCT1 é pouco expresso. Pilegaard et al. (1999
b
) observaram
relação direta entre a densidade de MCT1 e a ocorrência de fibras tipo I em
tecidos humanos. Tais apontamentos sugerem que a presença do MCT1 nesse
tipo de fibra reflete a necessidade do transporte de lactato para dentro da
célula para servir como substrato para o metabolismo aeróbico (WILSON et al,
1998; PILLEGARD et al., 1999
a,b
).
35
Por outro lado, o MCT4 é presente em todos os tipos musculares,
entretanto, em menor concentração em tecidos com predominância oxidativa,
tanto em animais quanto em humanos (PRICE et al., 1998; WILSON et al.,
1998; DIMMER et al., 2000; BERGERSEN et al., 2002). De acordo com
Pilegaard et al. 1999
b,
em humanos, a concentração de MCT4 é independente
do tipo de fibra, embora seja mais expresso em tecidos com predominância de
fibras brancas, de contração rápida. Outra característica interessante é a taxa
de transporte do MCT4 ser muitas vezes mais alta que a taxa de transporte de
outros transportadores da família. Tais apontamentos demonstram que o MCT4
é importante para a saída do lactato da célula para assim promover condições
ideais para a manutenção do fornecimento de energia pela glicólise anaeróbia
(HALESTRAP & PRICE, 1999; BONEN et al, 2006).
Nesse sentido, a forte presença dessas duas isoformas de MCT no
músculo esquelético, finda por confirmar que esse tecido é, de fato, o maior
produtor e consumidor de lactato. Uma vez que no mesmo tecido, células com
forte característica metabólica para a produção de lactato expressam um
transportador específico para realizar o rápido transporte do lactato para fora
da célula (MCT4), enquanto que células com forte característica metabólica e
infra-estrutura enzimática para oxidar o lactato expressam proteínas
específicas para direcionar o lactato que esta no líquido extracelular até os
sítios de oxidação. Esclarecendo como ocorre a rede de produção e consumo
de lactato durante o exercício entre células vizinhas, de um mesmo tecido, bem
como essa rede funciona entre células de músculos ativos (potenciais
produtores) e células distantes, de tecidos em repouso ou em menor atividade
(potenciais consumidores) durante o exercício.
Nesse sentido, a quantidade e a atividade desses transportadores
podem influenciar diretamente na concentração de lactato plasmático durante a
realização de exercícios (McDERMOTT & BONEN, 1993
a
). Levanta-se então a
hipótese de que uma maior quantidade desses transportadores em tecidos
ativos e/ou inativos durante a realização de um exercício específico, pode
elevar a intensidade de execução do exercício para uma mesma concentração
de lactato sanguíneo.
Assim, o entendimento dos mecanismos indutores e de controle da
expressão dessas proteínas no tecido muscular se faz necessário para
36
compreender como os MCT’s influenciam no controle da concentração
sanguínea de lactato, bem como, desvendar se essa expressão pode ser
modulada em razão da realização aguda ou crônica de exercícios físicos.
2.7. EXPRESSÃO DOS MCT’s NO MÚSCULO ESQUELÉTICO FRENTE AO
EXERCÍCIO FÍSICO
O controle da expressão gênica dos MCT’s em grande parte dos tecidos
é pouco conhecida, uma vez que a maior parte dos estudos que investigam
essa temática o fazem no sentido de identificar a sua distribuição nos tecidos
esqueléticos (HALESTRAP & PRICE, 1999; PHILP et al., 2005).
Sabe-se que o treinamento de característica aeróbica de intensidade
leve à moderada, bem como o treinamento de alta intensidade promovem
aumento na taxa de transporte de lactato (JUEL, 2001; JUEL et al., 2004;
FERGUNSON et al., 2007).
McDermott & Bonen (1993
b
), indicaram que a velocidade de transporte
de lactato (Km) em células musculares de ratos aumenta após 6 semanas de
treinamento aeróbico em esteira rolante.
Em estudo similar, Pilegaard (1993) demonstrou que a taxa de
transporte de lactato aumentou expressivamente após 7 semanas de
treinamento de natação em baixa intensidade (50% VO
2máx
). Durante atividades
mais intensas (moderada - 90% VO
2máx
e alta - 112%VO
2máx
) de caráter
intervalado em esteira rolante também observaram aumento na taxa de
transporte de lactato, bem como, a regressão de taxa após 5 semanas de
destreino.
Efeitos similares foram encontrados por McCullagh et al. (1996) ao
investigarem músculos de ratos (Gastrocnêmio, Sóleo e Extensor Longo dos
Dedos) submetidos à estimulação elétrica de baixa freqüência (10Hz, 50
microssegundos, 24h/dia) durante 7 dias.
Em comum, esses últimos estudos demonstram que a resposta de
aumento na taxa de transporte de lactato se deve, principalmente, ao
desenvolvimento da capacidade oxidativa das fibras musculares, ao aumento
na quantidade no número de transportadores e ao aumento da afinidade
desses transportadores por seu substrato, no caso o lactato.
37
Tais resultados determinaram que a próxima questão a ser elucidada era
a relação entre alterações na taxa de transporte de lactato e alterações na
expressão de MCT’s.
Baker et al. (1998) identificaram que, de fato, a alteração na taxa de
transporte de lactato e a expressão de MCT’s estavam relacionadas. Ao
investigar os efeitos de 3 semanas de treinamento moderado e intenso em
esteira rolante na expressão do MCT1 e na taxa de transporte de lactato em
músculos esqueléticos de ratos da espécie Sprague-Dawley (gastrocnêmio
vermelho e branco; sóleo e EDL) e no coração, esses autores observaram que
os animais submetidos a exercício moderado não tiveram aumento na
expressão de MCT1 nos músculos esqueléticos, já no coração encontraram
aumento expressivo do MCT1 (36%). Nos animais submetidos ao treinamento
de alta intensidade os autores observaram aumento da expressão do MCT1 no
músculo sóleo (70%), na porção vermelha do gastrocnêmio (94%) e no coração
(44%). Vale destacar que o aumento no MCT1 do coração ocorreu
independentemente do aumento da capacidade oxidativa (medida pela
atividade da enzima citrato-sintase) desse tecido, indicando uma modulação na
seleção do substrato nos miócitos. Tais resultados mostram que a expressão
dos transportadores de lactato responde frente ao exercício, contudo, ela é
dependente da intensidade do exercício e da característica do tecido, sendo os
tecidos com característica aeróbica, mais propensos a aumentar a expressão
dos transportadores.
Entretanto, Juel & Pilegaard (1998), após investigarem a taxa de
transporte de lactato em vesículas de diferentes músculos (vermelhos, brancos
e mistos) sob diferentes condições (denervados, de ratos idosos, submetidos a
exercício moderado e a exercício de alta intensidade, submetidos à hipóxia e a
hipotiroidismo) concluíram que o tipo de fibra que mais responde frente ao
exercício é a fibra de contração rápida (branca), levando a crer que as maiores
alterações na expressão ocorressem no MCT4, infelizmente, não foi
investigado a expressão ou atividade do MCT4 nesse trabalho.
Apesar de parecerem controversos, esses estudos foram importantes
para definir a hipótese que o exercício pode promover melhora na capacidade
de transporte do lactato acoplado ao H
+
por meio de modulação na expressão
do MCT1 e MCT4. Tal hipótese ganhou força após estudos com músculos sem
38
inervação onde a redução na capacidade de transporte de lactato foi
identificada ao lado da redução na quantidade das proteínas MCT1 e MCT4
(PILEGAARD, 1994; McULLAGH et al., 1995; WILSON et al., 1998).
O aumento na expressão dos MCT’s em resposta ao treinamento tem
sido investigado em diferentes tecidos, períodos de treinamento e protocolos
de treinamento tanto em animais quanto em humanos.
Green et al. (2002) investigaram os efeitos agudos de uma única sessão
de exercício em cicloergômetro com intensidade moderada (60%VO
2pico
) e
duração entre 5-6 horas (com intervalos a cada 60 minutos) na expressão de
MCT1 e MCT4 do vasto lateral de homens sedentários. O tecido foi obtido por
meio de biópsia antes, e após 2, 4 e 6 dias. Os pesquisadores identificaram por
meio de Western Bloting aumento tanto de MCT1 (121%) quanto de MCT4
(120%), 4 dias após o exercício. Vale destacar que após 6 dias do exercício a
concentração dos transportadores retornou aos níveis pré exercício.
Comportamento oposto foi identificado por Tonouchi et al. (2002) ao
investigarem vesículas de músculos dos membros inferiores de ratos após
estimulação elétrica de baixo volume (50-60V, 100Hz, 10 minutos). Os
pesquisadores investigaram o conteúdo protéico de MCT1 e MCT4 (Western
Bloting), o transporte de lactato e o conteúdo de glicogênio imediatamente após
os 10 minutos de estimulação. Os resultados indicaram redução do conteúdo
de glicogênio muscular em todos os tecidos, exceto no sóleo. A absorção de
lactato apenas sofreu aumento significativo quando a concentração externa de
lactato excedeu 20mM. Contudo, o conteúdo dos transportadores sofreu
redução de 10% e 20% para o MCT1 e MCT4 respectivamente, o que
dificultou, por parte dos autores, o entendimento de como o aumento da
captação de lactato pode ter ocorrido.
Posteriormente, Coles et al. (2004) investigaram o mRNA (Northern
Blotting) e o conteúdo protéico (Western Blotting) de MCT1 e MCT4 no
músculo sóleo e gastrocnêmio, em suas porções branca e vermelha, de ratos
em diferentes períodos (imediatamente, 5, 10 e 24 horas) após duas horas (4
séries de 30 minutos com intervalos de 30 minutos) de exercício (21m.min
-1
,
15% de inclinação) em esteira rolante. Os resultados mostram aumento do
conteúdo (pico 10 horas após) e do mRNA (pico 10 horas após) do MCT1 em
todos os tecidos estudados. Por outro lado, o conteúdo de MCT4 aumentou
39
expressivamente no gastrocnêmio vermelho e no sóleo, enquanto que no
gastrocnêmio branco não foi observada nenhuma alteração. Já o mRNA dessa
isoforma não sofreu alterações no gastrocnêmio branco e, assim como MCT1,
teve aumento significativo 10 e 24 horas após o exercício no gastrocnêmio
vermelho e no sóleo (pico após 10 horas).
Em síntese, nota-se que as respostas são distintas em tecidos
específicos e em todos os casos a elevação temporária do conteúdo protéico
retornava as concentrações de repouso 24 horas após o exercício. Vale
destacar que os autores colocam os genes dos MCT’s em um grupo de genes
que é rapidamente induzido frente ou exercício, sugerindo a existência de
mRNA em baixas concentrações no interior da célula.
De fato, existe uma série de genes que o mRNA fica presente em
baixíssimas concentrações na célula, e são induzidos rapidamente para que
funções metabólicas específicas sejam suportadas. Nesse sentido, os genes
de alguns MCT´s fariam parte dessa família.
Tais apontamentos mostram que uma sessão única de exercício pode
promover aumento tanto de MCT1 quanto de MCT4 em tecidos com grande
conteúdo de fibras vermelhas (sóleo e gastrocnêmio vermelho), corroborando
com hipóteses lançadas por estudos anteriores (PILEGAARD, 1993;
McDERMOTT & BONEN, 1993
a
; McCULLAGH et al., 1996; BAKER et al.,
1998).
Por outro lado, Yoshida et al. (2004) observaram aumento do MCT1
após 6 semanas de corrida voluntária (em roda de corrida) no coração (50%), e
nos músculos tibial (60%) e plantar (31%), entretanto, foi observada redução
dessa proteína no sóleo (20%). O MCT4 não sofreu nenhuma alteração frente
ao estímulo oferecido. Fica sugerido assim que exercícios de baixa intensidade
parecem não exercer estímulo suficiente para induzir alterações no MCT4 e
que não há relação direta entre as respostas do MCT1 e do MCT4.
De fato, Bonen (2000) e Tounouchi et al. (2002) colocam que as
mudanças no transporte de lactato não podem ser explicadas por alterações
concomitantes no MCT1 e no MCT4 (BONEN, 2000; TOUNOUCHI et al.,
2002).
Nesse sentido, estudos mais recentes têm investigado a expressão do
MCT1 e MCT4 frente a exercícios de alta intensidade.
40
Na tentativa de identificar quais fatores estavam relacionados à indução
da expressão dessas proteínas, Thomas et al. (2007) investigaram o efeito do
treinamento de alta intensidade (6-12 séries de 2 minutos a 80% da velocidade
de pico com intervalos de 1 minuto entre as séries, 5 vezes por semana)
durante 5 semanas no conteúdo de MCT1 e MCT4 nos músculos sóleo e EDL
de ratos com e sem indução de acidose antes do exercício. Os pesquisadores
indicaram que a resposta da expressão do MCT1 e do MCT4 é dependente do
tipo de fibra, e que a acidose (alta concentração de H
+
) parece ser importante
para induzir a expressão, principalmente do MCT4, após um período de
treinamento. Os resultados mostraram aumento similar do MCT1 no músculo
sóleo tanto nos animais placebo quanto nos animais com acidose induzida. Já
no que diz respeito à expressão do MCT4, os autores verificaram aumento
significativo (115%) apenas no sóleo e sob indução de acidose. Não foram
encontradas alterações no conteúdo protéico do extensor longo dos dedos
(EDL) sob nenhuma condição.
Por outro lado, a resposta aguda da expressão dessas proteínas frente
situações de acidose parece não ser a mesma.
Messonier et al. (2007) investigaram o conteúdo de MCT1, MCT4 e
NHE1 (Na
+
/H
+
exchange1, transportador de sódio dependente de H
+
) no vasto
lateral ao fim de uma única sessão de exercício supra-máximo (120% do
VO
2máx
) em cicloergômetro até a exaustão em humanos sedentários sob
indução de acidose (ingestão prévia de citrato de sódio a 0,5g/kg corporal) e
placebo (ingestão prévia de lactose 0,5g/kg corporal). Os autores identificaram
correlação positiva entre a capacidade total de trabalho e o conteúdo de MCT1,
MCT4 e NHE1. Entretanto, a acidose induzida promoveu redução na
capacidade total de trabalho, além de ter uma correlação negativa com o
conteúdo de todas as proteínas estudadas. Tais resultados demonstram a
importância do transporte de H
+
para a manutenção da alta produção
energética, enquanto que a acidose, além de limitar a produção energética,
ainda reduz a condição da célula de sintetizar novas proteínas transportadoras.
Bishop et al. (2006) produziram resultados similares ao investigarem 6
mulheres atletas praticantes de hockey. Nesse estudo, os indivíduos foram
submetidos a 45 segundos a 200% do VO
2pico
em cicloergômetro e biópsia do
vasto lateral foi realizada antes e imediatamente após a sessão. Redução de
41
ATP, PCr e pH foram identificadas, bem como aumento do lactato. O MCT1 e o
MCT4 sofreram redução (24% e 26%, respectivamente) o que foi
acompanhado por forte redução na capacidade de tamponamento. Os autores
sugerem que a redução na capacidade de tamponamento se deu exatamente
pela dificuldade de transportar o lactato, uma vez que seus transportadores
foram encontrados em menor quantidade devido às altas concentrações de H
+
e conseqüente baixo pH intra e extracelular decorrente da atividade física
realizada.
Por outro lado, situações em que ocorra a produção de lactato
(atividades com alta dependência glicolítica), mas que mantenham o pH em
homeostasia parece promover estímulo à expressão de transportadores
relacionados a essa via (Lactato – MCT´s e GLUT4 – glicose).
Green et al. (2002) submeteram 12 indivíduos sedentários à um
protocolo de exercício elaborado com o intuito de promover drástica redução no
conteúdo de glicogênio muscular. O exercício consistia em 16 séries de 6
minutos com intensidade de 91% do VO
2pico
e intervalos de 54 minutos entre as
séries (1 série por hora durante 16 horas). Foi realizada biópsia do vasto lateral
antes da primeira série, e após as séries 1, 2, 9 e 16. Os resultados indicaram
aumento nas proteínas relacionadas ao metabolismo glicolítico, principalmente
o MCT4 e o GLUT4. O MCT4 sofreu uma rápida indução a partir da série 9, se
mantendo elevado em relação ao controle até a ultima avaliação na série 16.
Já o GLUT4, sofreu aumento gradual desde a primeira série. Por outro lado, o
MCT1, apesar demonstrar tendência ao aumento, não sofreu alterações
significativas durante o período do exercício. Tais apontamentos levam a crer
que o exercício de alta intensidade, que não comprometa extremamente o
equilíbrio metabólico das células, parece tratar de estímulo interessante para a
indução de proteínas como o GLUT4 e o MCT4.
Em estudo anterior, EVERTSEN et al. (2001) identificaram respostas
similares ao verificar o efeito da intensidade do treinamento nos
transportadores de lactato e no limiar de lactato. Vinte esquiadores de elite na
modalidade cross-country (11 homens e 9 mulheres) foram treinados durante 5
meses em dois modelos de treinamento, moderado (60-70% VO
2máx
) e intenso
(80-90% VO
2máx
), cada modelo foi aplicado em 10 indivíduos. Antes e após o
período de treinamento os indivíduos foram submetidos a teste máximo em
42
esteira para determinação do limiar de lactato e velocidade máxima. Biópsia do
músculo vasto lateral foi realizada antes e após o período do experimento para
análise do conteúdo de MCT1 e MCT4, da distribuição dos tipos de fibras e da
atividade das enzimas PFK, succinato desidrogenase (SDH), citrato sintase
(CS), glicerol-3-fosfato desidrogenase (HBDH). O conteúdo da enzima ATPase
foi utilizado para classificar as fibras em fibras lentas, fibras rápidas A ou fibras
rápidas B.
Dentre os principais resultados pode-se mencionar que não houve
diferença entre os grupos no limiar de lactato ou na velocidade máxima de
corrida após o treinamento. Entretanto, apenas o grupo submetido ao
treinamento de alta intensidade mostrou aumento significativo nessas variáveis
quando comparados os períodos pré e pós treinamento. No que diz respeito à
distribuição das fibras musculares, o vasto lateral dos esquiadores era
composto em média por 56±3% de fibras lentas, 28±2% de fibras rápidas tipo
A e 16±2% de fibras rápidas tipo B, tanto antes quanto após o período do
treinamento.
Em relação ao conteúdo de MCT1, não foi observada nenhuma
alteração nos indivíduos submetidos ao treinamento de alta intensidade,
diferente dos indivíduos submetidos ao treinamento moderado, que
experimentaram aumento no conteúdo dessa proteína. Contudo, o MCT4 não
sofreu nenhuma alteração em ambos os grupos. Vale destacar ainda que os
autores não observaram relação entre a atividade enzimática das enzimas
estudadas e o conteúdo de MCT1 e MCT4. Entretanto, observou-se relação
entre a concentração de lactato 20 minutos após o teste máximo em esteira e a
concentração de MCT1. Tais apontamentos demonstram que a expressão e a
concentração dos transportadores de lactato, principalmente do MCT1,
respondem positivamente a estimulação crônica e que esse transportador tem
papel fundamental na oxidação do lactato após o exercício.
Mais recentemente, BURGOMASTER et al. (2007) investigaram a
resposta de diversos transportadores da célula muscular esquelética de
humanos após treinamento intervalado de alta intensidade. Para tal, os
pesquisadores submeteram oito homens jovens e ativos a um treinamento que
consistia em realizar 4-6 séries de 30 segundos na velocidade máxima em
bicicleta com 4 minutos de intervalo entre as séries, freqüência semanal de 3
43
vezes, durante 6 semanas. Foram avaliados por meio de biópsia do vasto
lateral os conteúdos de GLUT4, de MCT1, de MCT4, da enzima citocromo
oxidase, de ácido graxo translocase (FAT) e da proteína ligadora de ácidos
graxos (FABP) antes e após a primeira e a sexta semana de treinamento, bem
como, após a primeira e a sexta semana de destreino. Os resultados mostram
que o protocolo de treinamento foi efetivo para o desenvolvimento da
capacidade oxidativa, uma vez que a citocromo oxidase aumentou sua
atividade em 35% após a primeira semana de treinamento e se manteve alta
até a sexta semana de treinamento. As proteínas relacionadas ao metabolismo
da glicose também sofreram alterações interessantes. O GLUT4 teve aumento
de 20% após a primeira semana de treinamento, se mantendo elevado até o
fim do período de treinamento. O mesmo comportamento foi verificado no
MCT4. Já o MCT1 só teve aumento significativo na sexta semana de
treinamento. Como era esperado pelos autores, as proteínas relacionadas ao
metabolismo lipídico não sofreram alterações. Vale destacar ainda que o
GLUT4 e a citocromo oxidase se mantiveram com concentrações mais altas
que antes do início do treinamento até a sexta semana de destreino. Já o
MCT1 e o MCT4 voltaram às concentrações prévias no mesmo período de
destreino.
Assim sendo, o treinamento de alta intensidade por 6 semanas foi
efetivo para aumentar a capacidade oxidativa, bem como promover adaptações
nos MCT´s. O aumento expressivo na concentração de MCT4 demonstra o
aumento na condição das células de exportar o lactato produzido, o que
promove condições metabólicas para manter por mais tempo uma produção
energética em intensidade elevada. O aumento do MCT1 demonstra que a
condição de retirada do lactato sanguíneo para oxidação nas células, durante o
exercício ou a recuperação está aumentada.
Tais apontamentos deixam claro a relação entre a presença dos MCT´s
e a capacidade oxidativa dos tecidos, uma vez que eles facilitam a
manipulação de substratos importantes para a via oxidativa, tais como o
piruvato e os íons H
+
.
44
2.8. MÁXIMA FASE ESTÁVEL DO LACTATO
Como já foi dito, durante a execução de exercícios de alta intensidade
ocorre o acúmulo de lactato devido à alta taxa produção em relação às taxas
de remoção. Assim sendo, o aumento na demanda energética é proporcional
ao aumento das concentrações de lactato intra e extra-celular.
Em resumo, a concentração de lactato é indicativa do consumo de
glicogênio, uma vez que essa concentração depende da reação entre NADH
+
e
piruvato, catalisada pela enzima LDH, e a quantidade e atividade das
lançadeiras de H
+
e transportadores de lactato (MCT).
Toda vez que ocorre aumento na concentração de metabólitos como,
cálcio intra-celular, Fosfato Inorgânico (Pi), Adenosina Difosfato (ADP) e
Adenosina Monofosfato (AMP), indicadores de aumento na demanda
energética, a atividade da enzima fosfofrutoquinase (PFK) também sofre
aumento significativo, determinando assim crescimento da glicólise,
consequentemente, aumento na produção de H
+
e piruvato em quantidades
superiores as que as mitocôndrias são capazes de catalizar, formando o
ambiente ideal para formação de lactato. Tal situação favorece o aumento nas
taxas de geração e redução nas taxas de remoção do lactato (BROOKS, 2000;
BROOKS, 2007; BENTLEY et al. 2007).
Nesse sentido, quanto maior a intensidade do exercício, maior a
produção de lactato e maior seu acúmulo na musculatura e no sangue.
Por esse motivo a concentração de lactato é comumente utilizada como
marcador de intensidade do exercício físico e indicador da alteração da
predominância entre os metabolismos aeróbico e anaeróbico (BROOKS, 1985;
POWERS & HOWLEY, 2000; GARCIN et al, 2004; BROOKS, 2007).
Muitos índices relacionados à concentração de lactato são utilizados
para indicar a intensidade do exercício e o metabolismo energético
predominante durante uma determinada atividade. Entre os diversos índices
podemos destacar a Máxima Fase Estável do Lactato (MFEL).
A MFEL é definida como a mais alta intensidade de exercício na qual
não ocorre acúmulo contínuo do lactato no sangue, ou seja, é a mais alta
intensidade onde a estabilização da lactacidemia ainda é observada e mantida
45
por longos períodos de exercício em decorrência do equilíbrio entre produção e
depuração do lactato (BENEKE, 1995; BILLAT et al., 2003).
Diversos autores destacam a utilização da MFEL na avaliação da
capacidade aeróbica de atletas (BENEKE, 2003; BILLAT, 2003; SVEDAHL &
MACINTOSH, 2003; MANCHADO-GOBATTO, 2007).
Durante muito tempo a MFEL foi estimada pelo início do aumento
progressivo e ininterrupto da concentração de lactato no sangue, que em geral,
em humanos, ocorre quando a concentração de lactato sanguíneo atinge
4,0mmol/L. Dessa forma, a MFEL era determinada em teste incremental, onde
determinava-se a carga de trabalho que correspondesse à 4,0mmol/L de
lactato (BILLAT, 2003; SVEDAHL & MACINTOSH, 2003; GOBATTO, 2007).
Entretanto, diversos estudos demonstram que a concentração de lactato
sanguíneo que representa a MFEL não se restringe a 4,0mmol/L de lactato,
mas que pode variar entre diferentes indivíduos (2-8 mmol/L) (BILLAT et al.,
2003). Tais constatações indicavam que a concentração de lactato à 4,0mmol/L
não era essencialmente o ponto máximo de equilíbrio entre produção e
depuração de lactato.
Assim sendo, o protocolo para determinação da MFEL tem sofrido
alterações no sentido de respeitar as características particulares de cada
indivíduo. Resumidamente, o protocolo para determinação da MFEL consiste
na aplicação de diversas intensidades por períodos de longa duração,
realizadas em dias distintos, geralmente separados por 48 horas. Durante a
realização de cada teste, em cada carga específica, são coletadas amostras
sanguíneas, em geral a cada 5 minutos de realização da atividade.
Posteriormente é confeccionada a curva de lactato em cada intensidade e a
MFEL é interpretada como a mais alta intensidade de exercício na qual o
aumento na concentração de lactato foi igual ou inferior à 1mmol/L a partir do
10º minuto de exercício (BILLAT et al., 2003; BENEKE, 2003; GOBATTO,
2007).
De acordo com Manchado-Gobatto (2007), a vantagem da utilização da
MFEL é a possibilidade de identificação individual da transição entre os
metabolismos aeróbio e anaeróbio.
46
Nesse sentido, a MFEL vem sendo utilizada não apenas para a
avaliação da capacidade aeróbia, mas também para prescrição de treinamento
e controle da intensidade do exercício.
Estudos demonstram alguma resposta na concentração de
transportadores de lactato após períodos de treinamento em intensidade
equivalentes à MFEL (BERGMAN et al., 1999; SUMDA & DONAVAN, 2001).
De acordo com Bergman et al. (1999) músculos inativos e outros tecidos
removem o lactato do sangue durante o exercício abaixo do limiar anaeróbico.
Entretanto, estudo conduzido por Sumida & Donavan (2001) não
mostrou aumento na captação de lactato por parte de músculos inativos. No
referido estudo, os autores investigaram a influência de 8 semanas de
treinamento aeróbico na taxa de remoção do lactato em músculos inativos
durante a corrida em esteira e não encontraram diferença significativa na
remoção de lactato entre os animais treinados e controle. Contudo, vale
destacar que os autores também não encontraram diferença significativa entre
os animais treinados e os animais controle, no consumo de O
2
, no consumo de
glicogênio ou na produção de CO
2
, o que coloca em dúvida a eficácia do
treinamento proposto (corrida de 40-60minutos, 5 dias por semana durante 8
semanas), desse modo, podendo não mostrar com clareza alterações na
captação de lactato por parte de músculos inativos.
Entretanto, em um dos primeiros estudos que investigaram essa
questão, Donavan & Pagliassotti (1989) verificaram uma taxa de remoção de
lactato duas vezes maior em animais treinados (8 semanas, 1 hora por dia em
intensidade equivalente à 75% do VO
2
máx) quando comparados à animais
controle. Contudo, os autores conferiram esse aumento na remoção às altas
taxas de gliconeogênise e não apenas à oxidação do lactato.
Mais tarde, Baker et al. (1998) investigaram o efeito de dois protocolos
de treinamento, um moderado (3 vezes por semana à 21m.min – abaixo da
MFEL) e outro intenso (3 vezes por semana à 31m.min) no conteúdo de MCT1
em músculos esqueléticos (Sóleo, EDL e porções branca e vermelha do
gastrocnêmio) e no coração de ratos da espécie Sprague-Dawley. Os autores
verificaram que o exercício moderado não promoveu alteração no conteúdo de
MCT1 dos músculos esqueléticos, já no coração, o mesmo protocolo de
exercício promoveu aumento significativo no conteúdo de MCT1. Por outro
47
lado, o protocolo de exercício intenso promoveu aumento no conteúdo de
MCT1 nos músculos sóleo, gastrocnêmio vermelho e coração.
Diversos outros estudos testaram à hipótese de que o treinamento de
endurance gera efeito positivo sobre a concentração de transportadores de
lactato (PILEGAARD et al., 1993; PILEGAARD et al., 1999
a
; GREEN et al.,
2002; JUEL, 2006; THOMAS et al., 2007; BURGOMASTER et al., 2007).
Todo esse conjunto de estudos reforça a hipótese de que o exercício
induz alterações na velocidade de remoção do lactato por meio da modulação
na concentração de seus transportadores. Contudo, ainda não é claro o
comportamento dessas proteínas em tecidos menos ativos durante o exercício
em que a concentração de lactato é mantida estável.
Frente a essa constatação e visto que a hipótese de que o lactato tenha
função sinalizadora no organismo a ponto de ter sido chamado por Brooks
(2002) como pseudo-hormônio, por estar relacionado com o estímulo a ações
regenerativas (anabólicas) (TRABOLD et al., 2003), sugere-se que também
possa induzir alterações na expressão de seus transportadores em músculos
menos ativos ou mesmo inativos durante uma determinada ação física, o que
certamente determinaria a condição da concentração de lactato e
consequentemente dos indicadores de desempenho relacionados a ela, tais
como limiar de lactato e máxima fase estável o lactato (MFEL).
Entretanto, não existem estudos que avaliem o comportamento da
expressão gênica dessas proteínas após sessão aguda ou período de
treinamento em músculos pouco ou não ativos.
Nesse sentido, nossa hipótese é que o aumento da lactacidemia
induzida pelo exercício pode promover expressão de MCT´s em músculos
ativos e inativos. Tal resposta explicaria a manutenção da lactacidemia durante
exercícios em intensidades equivalentes à máxima fase estável do lactato, por
aumentar a participação dos músculos inativos na remoção do lactato.
48
3 – OBJETIVOS
3.1. OBJETIVO GERAL
Determinar a máxima fase estável do lactato (MFEL) individual em
camundongos, bem como, determinar a expressão gênica do MCT1 e do MCT4
no coração, no fígado e em músculos esqueléticos (sóleo, bíceps, e porções
branca e vermelha do gastrocnêmio), após uma sessão aguda de natação com
volume de 25 minutos ou até exaustão em intensidade equivalente à MFEL.
Relacionar a execução de exercício na MFEL com a expressão dos MCT 1 e 4
em músculo ativo e pouco ativo.
3.2 OBJETIVO ESPECÍFICO
Analisar o efeito de uma sessão aguda de natação com volume de 25
minutos ou até exaustão em intensidade equivalente à MFEL sobre a regulação
gênica das isoformas de MCT 1 e 4 em músculos esqueléticos ativos e inativos
durante a natação, bem como em tecidos consumidores de lactato (fígado e
coração) de camundongos.
49
4. METODOLOGIA
4.1 ANIMAIS
Foram utilizados para o experimento 26 camundongos (Mus musculus-
Muridae) machos, com 90 dias de vida e peso de 51,2 ± 0,9g, obtidos do
Biotério Central da Universidade Estadual Paulista – Campus Botucatu.
Os animais foram mantidos no Laboratório de Biodinâmica da
Universidade Estadual Paulista – Campus Rio Claro, alojados em gaiolas
coletivas de polietieno (5 animais em cada gaiola) em ciclo de 12 horas claro e
12 horas escuro (não invertido) à temperatura ambiente de 25°C. Receberam
ração comercial para roedores (Labina, Purina) e água ad libitum.
Todos os experimentos seguiram as resoluções brasileiras específicas
de bioética de pesquisa com animais: lei n° 6.638, de 8 de março de 1979 e
decreto no 645, de 10 de Julho de 1945.
4.2. PROTOCOLO EXPERIMENTAL
4.2.1. ADAPTAÇÃO DOS ANIMAIS AO MEIO LÍQUIDO
Antes de realizar o protocolo experimental (natação contínua em
máxima fase estável do lactato até a exaustão), os animais foram adaptados ao
meio líquido por um período de 15 dias. Para tanto foi utilizado um cilindro de
Poli Cloreto de Vinila (PVC) medindo 20 cm de diâmetro e 60 cm de altura,
ergômetro utilizado em todas as fases experimentais. Nos primeiros cinco dias,
os animais foram colocados em água rasa (10cm) iniciando com o tempo de 5
minutos e finalizando com 25 minutos (aumento de 5 minutos por dia).
Posteriormente, o nível da água foi aumentado, atingindo 50cm de água e 20
minutos de permanência, no décimo terceiro dia. A partir deste momento, os
animais iniciaram a adaptação ao incremento de carga, para tal, realizaram o
exercício de natação com sacolas de tecido, sem carga, atadas ao dorso para
que ocorresse adaptação ao incremento da carga. Nos últimos dois dias da
adaptação, o exercício ocorreu com os animais suportando 2% de seu peso
corporal por 10 minutos. O propósito de tal procedimento foi reduzir o estresse
50
promovido pelo contato dos animais ao meio líquido e consequentemente
minimizar a ação de possíveis interferências extrínsecas nos resultados
(GOBATTO et al., 2001; MANCHADO et al., 2006).
Vale destacar que em todos os momentos a temperatura da água foi
mantida a 31±1°C.
4.2.2. DETERMINAÇÃO DA MÁXIMA FASE ESTÁVEL DE LACTATO
(MFEL) EM EXERCÍCIO CONTÍNUO
A máxima fase estável do lactato (MFEL) foi determinada conforme
descrito por Gobatto et al. (2001). Resumidamente, foram realizados 5 testes
contínuos de natação (50cm de profundidade) com os animais suportando
cargas equivalentes à 3, 4, 5, 6 e 7% do peso corporal, as quais foram
acopladas ao dorso dos mesmos por meio de sacolas contendo pesos de
metais. O tempo de cada teste foi de 25 minutos de esforço ou até a exaustão,
separados por intervalo de 48 horas. As cargas foram distribuídas de forma
randômica e nunca repetidas pelo mesmo animal.
Durante cada teste, amostras de sangue (25 µL) provenientes da porção
distal da cauda de cada animal foram coletadas por meio de tubos capilares
heparinizados, nos intervalos de tempos 5, 10, 15, 20 e 25 minutos e
transferidos para tubo microcentrífuga com capacidade de 1,5 ml, contendo
50µL de fluoreto de sódio à 1% e armazenadas à 8°C para posterior análise da
concentração de lactato. Amostras de sangue em repouso de cada animal
também foram obtidas.
A determinação da concentração de lactato sangüíneo foi realizada
utilizando lactímetro da marca YSI 1500 SPORT (Yellow Spring Inc, EUA). Os
valores foram expressos em mmol/L.
A MFEL individual foi interpretada como a mais alta intensidade de
exercício na qual o aumento da lactacidemia foi igual ou inferior à 1mmol/L, do
10° ao 25° minuto de esforço.
51
4.2.3. SESSÃO AGUDA DE EXERCÍCIO EM MEIO LÍQUIDO
Anteriormente ao sacrifício, os animais foram submetidos a uma sessão
de exercício de natação suportando cargas atadas ao dorso, em intensidade
equivalente à MFEL individual. As condições de temperatura e profundidade da
água foram idênticas às adotadas durante os testes supracitados. A sessão
aguda de exercício apresentou a duração de 25 minutos ou exaustão.
Logo após a execução desse esforço, os animais foram sacrificados
pelo método de decapitação.
4.3. OBTENÇÃO DE TECIDOS
Os animais foram divididos em 3 grupos. Cada grupo de animais (n=6)
foi sacrificado em períodos pré-determinados, sendo, imediatamente (GI); 5
horas (G5) e 10 horas (G10) após o término do exercício de natação na MFEL
ou até exaustão. Como controle foram utilizados animais com as mesmas
características, exceto pelo fato de não terem sido submetidos ao protocolo de
adaptação e a sessão de exercício de natação na MFEL (GC n=6).
Vale ressaltar que dos animais submetidos à determinação da MFEL,
vinte e quatro animais foram utilizados para análise da expressão gênica.
Os animais foram sacrificados por decapitação e para a obtenção dos
músculos sóleo, bíceps e as porções branca e vermelha do gastrocnêmio, a
pele da pata foi removida e os músculos localizados e retirados evitando danos
aos tecidos. Para obtenção do fígado, o abdômen dos animais foi aberto e
então seccionada uma fração do mesmo. Já para a obtenção do coração,
rompeu-se o diafragma dos animais e seccionou-se uma fração do órgão.
Todos os tecidos foram imediatamente armazenados e mantidos em nitrogênio
líquido para posterior análise da expressão gênica. Vale ressaltar que foram
retirados os músculos de ambas as patas dos animais.
4.4. AVALIAÇÃO DA EXPRESSÃO GÊNICA DOS MCT´s 1 E 4
A determinação da expressão gênica semi-quantitativa dos MCT 1 e 4
envolveram: i) extração do RNA total de cada tecido obtido (coração e fígado,
52
bem como dos músculos sóleo, bíceps e gastrocnêmio, esse último em suas
porções branca e vermelha); ii) síntese do DNA complementar (cDNA); iii)
reação em cadeia pela polimerase (PCR). Contudo, antes de realizar a análise
da expressão dos genes de interesse foi necessário padronizar número de
ciclos da reação em cadeia pela polimerase (PCR), bem como para o gene da
β-actina, utilizado para normalizar os dados obtidos. Os procedimentos
realizados são descritos a seguir.
4.4.1. DESENHO DAS SEQÜÊNCIAS DOS OLIGONUCLEOTÍDEOS
INICIADORES
As seqüências dos oligonucleotídeos iniciadores (primers) foram
desenhadas utilizando o programa “Gene Runner” versão 3.0, a partir das
seqüências dos genes. Essas foram obtidas por meio das informações
contidas no banco gênico do National Center for Biotechnology Information
(NCBI) acessado via internet (http/www.ncbi.nlm.nih.gov/htbin-post/Entrez). Na
tabela 1 podemos observar a seqüências dos iniciadores utilizados, bem como
o tamanho dos fragmentos a serem obtidos. O gene da β-actina foi utilizado
como gene normalizador das reações (housekeeping) por não ter sua
regulação alterada pelo exercício físico (Mahoney et al., 2004).
Tabela 1: Seqüências sense e antisense dos oligonucleotídeos iniciadores, tamanho dos
fragmentos a serem obtidos e temperatura de anelamento
Gene
Seqüência Sense
Seqüência Antisense
Tamanho
do
fragmento
(bp)
Temperatura
(°C)
β-actina
5’-ACA GGC ATT GTC ATG GAC TCC G-3’ 5’-TGT CAC CGA TTT CCC TCT C-3’ 205 58,2
MCT1*
5’-GTG ACC ATT GTG GAA TGC TGC-3’ 5’-GTC TCC TTT GGC TTC TCG TCG-3’ 254 57,1
MCT4**
5’-TGC CAT TGG TCT CGT GCT G-3’ 5’-TCT GCC TTC AGG AAG TGC TCC-3’ 291 58,2
* MCT1: monocarboxylate transporter 1; **MCT4: monocarboxylate transporter 4.
53
4.4.2. EXTRAÇÃO DO RNA TOTAL
O RNA total foi obtido utilizando-se o reagente TRIZOL
®
(Invitrogem,
Carlsbad, CA, EUA), de acordo com as recomendações do fabricante.
Resumidamente, os tecidos foram homogeneizados com o auxílio de
processador (marca Polytron, modelo PT-MR 2100, Luzernerstrasse,
Switzerland) em 1,0 mL de TRIZOL
(por 100mg de tecido). Após a
homogeneização, as amostras foram incubadas a temperatura ambiente por 5
minutos para completa dissociação dos complexos nucleoprotéicos. Após a
incubação, foi adicionado 0,2 mL de clorofórmio. Novamente as amostras
foram incubadas à temperatura ambiente por 3 minutos, seguido de
centrifugação a 12000g por 15 minutos, à temperatura de 4˚C onde formaram-
se 3 fases: a superior, aquosa e incolor, que continha o RNA; a intermediária
esbranquiçada que continha o DNA, e a inferior vermelha que continha
proteínas e restos celulares. A fase aquosa foi transferida para um novo tubo
de microcentrífuga (1,5 mL) e precipitada pela adição de 0,5 mL de isopropanol
gelado, incubação à temperatura ambiente por 10 minutos e centrifugação a
12000g por 10 minutos à 4˚C. Na seqüência, o sobrenadante foi desprezado e
ao sedimento foi acrescentado 1mL de etanol 70%, homogeneizado e uma
nova centrifugação de 5 minutos a 7000g à 4ºC foi realizada. Posteriormente, o
sobrenadante foi removido e o RNA seco à temperatura ambiente por
aproximadamente 10 minutos. Após a secagem, o RNA foi ressuspenso em
água tratada com dietilpirocarbonato (DEPC). O volume de água DEPC
utilizado variou de acordo com o tamanho do sedimento obtido (Verlengia,
2003
a,b).
4.4.3. QUANTIFICAÇÃO DO RNA TOTAL EXTRAÍDO
A quantificação do RNA foi realizada em duplicata diluindo 100x as
amostras em água isenta de RNase. A absorbância da amostra foi determinada
por espectrofotometria nos comprimentos de onda de 260nm (correspondente
ao pico de absorção de RNA) e 280nm (correspondente ao pico de absorção
de proteínas). Para a quantificação do RNA considerou-se 1 OD
(260nm)
referente
a 40µg de RNA. Para a análise da pureza do RNA, o valor da absorbância
54
obtido a 260nm foi dividido pelo obtido a 280nm e a amostra apresentou
relação 260/280 igual a 1,8, o que é considerado confiável, indicando alto grau
de pureza (Sambrook et al., 1989).
4.4.4. VERIFICAÇÃO DA INTEGRIDADE DO RNA TOTAL EXTRAÍDO
A integridade do RNA foi avaliada em gel de agarose a 1,2%
desnaturante (formaldeído 37%) contendo 0,5 µg/mL de brometo de etídeo, em
tampão MOPS [3- ácido propanesulfônico (N-morfolino)]. A separação
eletroforética foi realizada a 90V por 1 hora e visibilizados em luz ultravioleta
em transluminador (Chemi System, UVP Biolmaging systems, Uppsala, Suécia)
(Sambrook, et al., 1989). Os resultados foram foto-documentados por meio do
aparelho Kodak
Digital Science DC120 Zoom Digital Camera (Gibico-BRL, Life
Technologies, Inc., Gaithersburg, MD, EUA) sendo a imagem processada e
analisada utilizando o software da Kodak Digital Science 1D Image Analysis
(Gibico-BRL, Life Technologies, Inc., Gaithersburg, MD, EUA).
Na figura 11, observa-se o perfil do RNA total após separação
eletroforética em gel de agarose 1,2% desnaturante. Nota-se a presença das
bandas 28S de 18S com tamanhos de 4.872bp e 1872 bp, respectivamente,
referentes às subunidades do RNA ribossomal (subunidade maior e
subunidade menor). A presença da maior intensidade em uma proporção
equivalente a 2:1 da subunidade maior em relação à subunidade menor
demonstra a integridade do RNA total obtido.
Figura 11. Foto digitalizada do gel de agarose 1,2% desnaturante (formaldeído 37%) após
separação eletroforética do RNA total extraído a partir do coração e da proção vermelha do
músculo gastrocnêmico, utilizando o reagente TRIZOL
®
(Invitrogem, Carlsbad, CA, EUA).
Linhas 1 e 2 RNA extraído do coração ; e Linhas 3 e 4 RNA estriado da porção vermelha do
gastrocnêmio.
Coração
Gastrocnêmio
porção vermelha
1
2 3
4
28S
18S
55
4.4.5. SÍNTESE DE cDNA - REAÇÃO DE TRANSCRIÇÃO REVERSA (RT)
A síntese do DNA complementar (cDNA) foi realizada a partir de 1µg de
RNA total extraído das amostras conforme descrito anteriormente (item 3.4.2.
da metodologia). A síntese do cDNA foi realizada utilizando a seguinte mistura
de reagentes: 1µL de oligonucleotídeos randômicos (146ng), 1µL da enzima
transcriptase reversa (ImProm
TM
II Reverse Transcriptase Promega), tampão
da enzima [Tris-HCl a 50 mM (pH 8.0), KCL 75 mM, MgCl
2
3mM, DTT a 5
mM], 1µL da mistura de dNTPs (ATP, CTP, GTP, TTP) a 500 µM e água DEPC
para completar 25µL. As reações foram incubadas por 5 min a 25°C para
permitir a hibridização dos oligonucleotídeos randômicos ao RNA, seguida de
aquecimento a 42°C por 60 min para permitir a formação da fita complementar
ao RNA, ou seja a síntese do cDNA e reaquecida à 70ºC durante 15 min para
inativação dos reagentes. O cDNA, assim obtido, foi armazenado a -20°C até a
realização da PCR.
Na figura 12 observa-se o perfil eletroforético de cDNA obtido após
separação eletroforética em gel de agarose 1,5%. Nota-se a presença de um
arraste iniciando próximo ao poço de aplicação e estendendo para a parte
inferior do gel, resultado da formação de diferentes fragmentos de cDNA
correspondentes ao mais variados tipos de RNA presentes na amostras, as
quais tiveram suas seqüências reconhecidas de modo randômico devido ao
emprego de oligonucletídeos randômicos.
Figura 12. Foto digitalizada do gel de agarose 1,5% após separação eletroforética do do cDNA
obtido a partir do RNA total dos tecidos analisados. Linha 1 Coração; Linha 2 Fígado; Linha 3
porção vermelha do gastrocnêmio; Linha 4 porção branca do músculo gastrocnêmio; Linha 5
músculo bíceps.
1 2
3
4
5
56
4.4.6. PROCESSAMENTO DA REAÇÃO EM CADEIA PELA POLIMERASE
(PCR)
As reações em cadeia pela polimerase foram realizadas para cada grupo
de oligonucleotídeos iniciadores, todos os parâmetros foram avaliados
utilizando concentrações constantes dos reagentes, a saber: 200 mM de cada
primer, 200µM de cada desoxirribonucleotídeo, 2U de DNA polimerase
(GoTaq -Promega); tampão da PCR contendo: Tris-HCl a 75 mM (pH 9,0), KCl
a 50 mM, (NH
4
)
2
SO
4
20Mm e 2 mM de MgCl
2
. A reação da PCR foi realizada
em um volume final de 12,5 µL e processadas no termociclador Mastercycler
Gradient (Eppendorf AG, Alemanha).
Os cDNAs foram amplificados em ciclos compostas de três fases:
desnaturação do cDNA molde à 90ºC por 30 segundos, anelamento dos
oligonucleotídeos iniciadores em temperatura específica para cada primer
(Tabela 1) por 30 segundos, e extensão à 72ºC por 30 segundos, momento em
que a DNA polimerase incorpora os dNTPs livres presentes na reação ao longo
da fita molde. O número de ciclos utilizado para avaliar cada gene em cada
tecido foi determinado como descrito a seguir. Vale ressaltar que antes das
amostras passarem pelos ciclos, cujas fases estão descritas acima, eles foram
submetidos à um período de 2 minutos à 90ºC para que ocorresse uma
desnaturação inicial completa do cDNA.
Os produtos amplificados pela reação de PCR foram avaliados por meio
da separação eletroforética em gel de agarose a 1,5% contendo brometo de
etídeo a 0,5 µg/mL e visibilizados em luz ultravioleta no transluminador (Epi
Chemi II Darkroom – UVP Bioimaging System, Upland, CA, Estados Unidos).
A foto-documentação dos produtos amplificados foram realizadas por
meio do aparelho Kodak
Digital Science DC120 Zoom Digital Câmera (Gibco-
BRL, Life Technologies, Inc, Gaithersburg, MD, Estados Unidos), sendo a
imagem processada e analisada por meio do software da Kodak Digital
Science 1D Image Analysis (Gibco-BRL, Life Technologies, Inc., Gaithersburg,
MD, Estados Unidos). A análise densitométrica das imagens obtidas foi
realizada através do software Scion Image for Windows
®
beta 4.0.2 (Scion
Corporation, Frederick, Maryland , Estados Unidos – www.scioncorp.com).
57
4.4.7. PADRONIZAÇÃO DO NÚMERO DE CICLOS DA REAÇÃO EM
CADEIA PELA POLIMERASE PARA OS GENES EM ESTUDO.
A PCR sistematiza um processo biológico, similarmente aos processos
in vivo a eficiência da reação é menor que 100% (eficiência relativa). Este
aspecto é de extrema importância para as análises de quantificação dos ácidos
nucléicos. Neste contexto, o termo “eficiência relativa da PCR” é utilizado para
descrever a eficiência total (overall) do processo de amplificação avaliado ao
longo do número total de ciclos da PCR.
Nos ciclos iniciais, onde o número de moléculas alvo disponíveis é
relativamente baixo em comparação com o número total da população de ácido
nucléico na mistura, a eficiência da PCR é baixa. Similarmente, nos últimos
ciclos quando o número de produtos de amplificação é muito alto e a
concentração de iniciadores não hibridados é limitada, a amplificação esperada
da PCR também é de baixa eficiência. Assim, a amplificação da PCR é mais
eficiente durante os ciclos intermediários do processo, intervalo em que existe
uma significativa disponibilidade de moléculas alvo, iniciadores, enzimas e
dNTPs entre outros, resultando na síntese exponencial de novas moléculas do
produto da PCR. Dessa forma, quando o objetivo da análise é a quantificação
e/ou a semi-quantificação é necessário avaliar a eficiência relativa da PCR.
Assim, para a determinação do ciclo de amplificação, foi realizada uma
cinética de 9 ciclos de amplificações, iniciado no ciclo de número 22 e
finalizada no ciclo de número 46 com intervalos de 3 ciclos entre cada
interrupção da amplificação por meio da retirada dos tubos de reação do
termociclador. Ao final de cada ciclo desejado, o tubo correspondente era
retirado do aparelho e mantido a 4ºC até sua utilização. Na seqüência as
reações foram submetidas à separação eletroforética em gel de agarose 1,2 %
contendo 0,5 µg/mL brometo de etídio, fotografados e as densidades ópticas
das bandas obtidas por meio do software Scion Image for Windows
®
beta 4.0.2
(Scion Corporation, Frederick, Maryland , Estados Unidos –
www.scioncorp.com).
A padronização do número de ciclos para os diferentes genes avaliados
(MTC 1, MTC 4 e β-actina) foram realizadas para cada tecido de interesse
(coração, fígado, porção vermelha e porção branca do gastrocnêmio, sóleo e
58
bíceps) obtidas de animais controles. Pode-se observar nos anexos 1, 2 e 3 a
representação gráfica dos valores densitométricos obtidos ao longo dos ciclos
de amplificação, bem como o perfil eletroforético do produto de reação dos
genes MTC1, MTC4 e β-actina, respectivamente.
Para o presente estudo foi considerado como ideal para determinação
da expressão gênica os números de ciclos localizados entre 60% a 80% do
ponto de saturação.
Na Tabela 2 estão apresentados as condições padronizadas para os
genes das proteínas transportadoras (MCT1 e MCT4) e para o gene
housekeeping (β-actina) avaliadas nos tecidos de camundongos.
Tabela 2: Condições padronizadas para avaliação da expressão gênica dos genes de estudo
em tecidos de camundongos.
Gene
Tecido
Ciclos de Amplificação
Temperatura (°C)
Coração 34
Fígado 32
Porção Vermelha do gastrocnêmio 34
Porção Branca do gastrocnêmio 35
Sóleo 37
MCT1
Biceps 35
57,1
Coração 34
Fígado 37
Porção Vermelha do gastrocnêmio 34
Porção Branca do gastrocnêmio 34
Sóleo 37
MCT4
Bíceps 34
58,2
Coração 30
Fígado 34
Porção Vermelha do gastrocnêmio 32
Porção Branca do gastrocnêmio 32
Sóleo 34
Β-actina
Bíceps 34
58,2
4.5. ANÁLISE ESTATÍSTICA
A análise estatística foi realizada por meio da utilização do Software
GraphPad Prism, Versão 4.0 (Graphpad software, Inc, USA).
O teste “F” foi utilizado na checagem da homocedasticidade, seguido da
análise de variância ANOVA com checagem de significância entre os grupos
pelo método de Tukey, sendo considerado como significante p≤0,05.
59
Os dados foram apresentados em média e erro padrão da média na
forma de gráficos e tabelas.
60
5 – RESULTADOS
5.1. DETERMINAÇÃO DA MFEL
Na tabela 3 é possível observar os valores da lactacidemia para todas as
cargas e em todos os momentos aferidos durante o teste de MFEL.
Como era esperado, observa-se uma relação entre o aumento da
lactacidemia e o aumento da carga de exercício. A concentração de lactato
sanguíneo atingiu 5,36±0,55mmol/L; 5,63±0,36mmol/L; 6,03±0,46mmol/L;
7,16±0,55mmol/L; e 8,44±0,48mmol/L para as cargas de 3, 4, 5, 6 e 7% do PC
respectivamente (Tabela 3).
Essa relação entre intensidade de esforço e lactacidemia também pode
ser observada na representação gráfica exposta na Figura 13.
Tabela 3: Lactacidemia dos camundongos nos períodos antes e durante (5, 10, 15, 20 e 25
minutos) do teste de MFEL em diferentes intensidades de natação (Carga - %PC). Valores
expressos em média e erro padrão(±).
Concentração de Lactato Sanguíneo (mmol/L)
Tempo (minutos)
Carga
(%PC)
0 5 10 15 20 25
3,0
1,80 ± 0,11 4,56 ± 0,36 5,09 ± 0,23 4,90 ± 0,34 4,80 ± 0,31 5,36 ± 0,55
4,0
2,33 ± 0,24 5,81 ± 0,67 6,31 ± 0,52 6,60 ± 0,68 5,83 ± 0,41 5,63 ± 0,36
5,0
2,74 ± 0,28 5,57 ± 0,34 6,20 ± 0,30 5,76 ± 0,35 6,46 ± 0,36 6,03 ± 0,46
6,0
2,90 ± 0,33 6,49 ± 0,57 6,15 ± 0,56 6,25 ± 0,44 6,37 ± 0,53 7,16 ± 0,55
7,0
2,75 ± 0,33 7,06 ± 0,61 7,07 ± 0,48 7,35 ± 0,27 8,37 ± 0,36 8,44 ± 0,48
A quantidade dos animais que atingiram a MFEL em cada carga
avaliada, bem como, sua representação % e média da concentração de lactato
no momento da estabilização para cada carga podem ser observados
expressos na tabela 4.
61
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Tempo (min)
Concentração de Lactato
(mmol/L)
7%
6%
5%
4%
3%
0 10 1520255
FIGURA 13. Determinação da máxima fase estável de lactato (MFEL) em camundongos
submetidos aleatoriamente em 5 cargas de nado determinadas pelo percentual do peso
corporal (3, 4, 5, 6 e 7%). A MFEL foi considerada a mais alta intensidade na qual se obteve
estabilização lactacidêmica. Valores expressos em média e ± erro padrão da média n=26
Como pode-se observar, a maior parte (34,6%) dos animais atingiram a
MFEL em intensidade equivalente à 4% do PC a uma lactacidemia de
5,78±0,29mmol/L. Contudo, devido a variabilidade que pode ocorrer na
estabilização do lactato em diferentes indivíduos, ainda verificamos animais
com MFEL em intensidade equivalente a 3% do PC (19,2% dos animais com
lactacidemia de 4,40±0,21mmol/L); equivalente a 5% do PC (15,3% dos
animais com lactacidemia de 4,98±0,26mmol/L); equivalente a 6% do PC
(19,2% dos animais com lactacidemia de 5,44±0,21mmol/L); e intensidade
equivalente a 7% do PC (7,6% dos animais com lactacidemia de
6,67±0,29mmol/L).
Tabela 4: Número de animais que atingiram a MFEL em cada intensidade, expressos em
valores absolutos e percentuais e a média da lactacidemia de estabilização.
Carga
(%PC)
Número de Animais que
atingiram a MFEL
%
Lactacidemia de
Estabilização
< 3%
1 3,8 --
3%
5 19,2
4,40±0,21
4%
9 34,6
5,78±0,29
5%
4 15,3
4,98±0,26
6%
5 19,2
5,44±0,21
7%
2 7,6
6,67±0,29
62
5.2. EXPRESSÃO DO GENE MCT1 EM DIFERENTES TECIDOS DE
CAMUNDONGOS APÓS SESSÃO DE NATAÇÃO NA MÁXIMA FASE
ESTÁVEL DE LACTATO.
Os dados da expressão gênica do MCT1 obtido a partir dos diferentes
tecidos avaliados (Coração, Fígado, gastrocnêmio porção branca e vermelha,
sóleo e bíceps) podem ser observados na Figura 14 a-f.
Os dados de expressão do MCT1 obtidos a partir das análises do tecido
do coração não mostraram diferenças estatisticamente significativas quando
comparado os períodos Imediato, 5 e 10 horas com o controle (Figura 14-a).
Em uma análise intra-ensaio foi possível observar aumento
estatisticamente significativo de 31,6% quando comparado 10 horas com o
intervalo imediato.
No fígado, aumento significativo de 39% na expressão do MCT1 foi
observado 10 horas após o término do exercício de natação na máxima fase
estável do lactato quando comparado com o grupo controle e os períodos
Imediato e 5 horas. (Figura 14-b).
A expressão gênica do MCT1 na porção vermelha do músculo
gastrocnêmico não mostrou ser influenciada pelo exercício de natação na
máxima fase estável do lactato (Figura 14-c).
Por outro lado, os dados obtidos da porção branca, mostraram um pico
significativo na expressão desse gene imediatamente após o exercício (62,3%)
quando comparado com o grupo controle, bem como quando comparado aos
grupos 5 e 10 horas pós exercício (61,4% 57,9%, respectivamente). Após esse
momento não foram encontradas diferenças significativas em relação ao
controle (Figura 14-d).
No músculo sóleo o tratamento estatístico indicou diferença significativa
na expressão gênica do MCT1 imediatamente após o exercício, diferença que
se manteve em todos os períodos em relação ao controle (Figura 14-e).
Observa-se aumento expressivo de 202,1% imediatamente após o exercício,
227,3% 5 horas após e 230% 10 horas após o exercício, sempre em relação ao
controle.
A expressão gênica do MCT1 no músculo bíceps parece não ser
influenciada pelo exercício de natação na máxima fase estável do lactato
63
(Figura 14-f). Não foi identificada nenhuma diferença estatisticamente
significativa nos períodos estudados. Contudo, observou-se tendência de
aumento imediatamente e 10 horas após o exercício (16,2% e 25,2%,
respectivamente) na expressão desse gene nos períodos imediatamente, 5 e
10 horas após o término do exercício.
Figura 14. Determinação da expressão gênica do MCT1 em diferentes tecidos. a) Coração;
b) Fígado; c) Gastrocnêmico porção vermelha; d) Gastrocnêmico porção branca; e) Sóleo; e
f) Bíceps de camundongos submetidos a exercício de natação na máxima fase estável do
lactato. Os dados representam a média e o erro padrão de dois experimentos em duplicata de
cada grupo específico com n de 6 animais. O símbolo * indica p≤0,05 entre os grupos
indicados.
GC GI G5h G10h
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
*
MCT1/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
a) b)
GC GI G5h G10h
0.0
0.5
1.0
1.5
*
*
*
MCT1/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
c)
d)
GC GI G5h G10h
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
MCT1/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
GC GI G5h G10h
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
*
*
*
MCT1/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
e)
f)
GC GI G5h G10h
0.0
0.5
1.0
1.5
*
*
*
MCT1/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
GC GI G5h G10h
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
MCT1/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
- Coraçã
o
- Fígad
o
- Porção Vermelha do Gastracnêmi
o
- Porção Branca do Gastracnêmi
o
- Sóleo - Bíceps
64
5.3. EXPRESSÃO DO GENE MCT4 EM DIFERENTES TECIDOS
DE CAMUNDONGOS APÓS SESSÃO DE NATAÇÃO NA MÁXIMA FASE
ESTÁVEL DO LACTATO.
Na figura 15a-f, observamos os dados da expressão gênica do MCT4
nos tecidos estudados (coração, fígado, gastrocnêmio porção vermelha e
branca, sóleo e bíceps).
A expressão gênica do MCT4 no coração sofreu redução significativa de
28,2%; 35,5% e 38,3% para os períodos imediatamente, 5 e 10 horas após o
exercício quando comparados com o grupo controle (Figura 15-a). Vale
ressaltar ainda, que foi possível observar redução significativa de -14% entre
os períodos imediatamente e 10 horas após o exercício.
Já no fígado, não foi observada diferença significativa entre os períodos
de análise nesse tecido (Figura 15-b).
O mesmo foi observado na porção vermelha do músculo gastrocnêmico,
onde a expressão do MCT4 não mostrou ser influenciada pelo exercício de
natação na máxima fase estável de lactato (Figura 15-c). Pequenas alterações
foram identificadas, mostrando tendência à manutenção (-4,5%; 2,2% e -6,5%
imediatamente, 5 e 10 horas após o exercício).
Em relação à porção branca do músculo gastrocnêmio, redução
significativa (34,1%) foi observada no período de 5 horas após o término do
exercício de natação quando comparado com o grupo controle (Figura 15-d).
Entretanto, os demais períodos estudados não indicaram outras alterações
significativas na expressão desse gene (-0,3%, -11,5%, imediatamente e
10horas respectivamente).
Os dados de expressão do MCT4 obtidos a partir das análises do tecido
no músculo sóleo mostraram dois picos significativos de expressão,
imediatamente após (82%) e 10 horas após (55,9%) o exercício em relação ao
controle. Contudo não foi observada diferença significativa entre o controle e 5
horas após o exercício (Figura 15-e).
Por outro lado, a expressão gênica do MCT4 no músculo bíceps parece
não ser influenciada pelo exercício de natação na máxima fase estável do
lactato (Figura 15-f). Não foi identificada nenhuma diferença significativa nos
períodos estudados. Contudo, observou-se aumento de 40,9%, 28,6% e 35,6%
65
a)
b)
c)
d)
e) f)
GC GI G5h G10h
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
**
**
**
*
MCT4/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
GC GI G5h G10h
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
MCT4/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
GC GI G5h G10h
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
MCT4/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
GC GI G5h G10h
0.0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
MCT4/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
GC GI G5h G10h
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
*
* *
*
MCT4/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
GC GI G5h G10h
0.00
0.25
0.50
0.75
1.00
1.25
MCT4/
β
-actina
(Unidade Arbitrária de Densidade)
- Coração
- Fígad
o
- Porção Vermelha do Gastracnêmi
o
- Porção Branca do Gastracnêmio
- Sóleo - Bíceps
nos períodos imediatamente, 5 e 10 horas após o término do exercício,
respectivamente.
Figura 15
. Determinação da expressão gênica do MCT4 em diferentes tecidos. a) Coração;
b) Fígado; c) Gastrocnêmico porção vermelha; d) Gastrocnêmico porção branca; e) Sóleo; e
f) Bíceps de camundongos submetidos a exercício de natação na máxima fase estável do
lactato. Os dados representam a média e o erro padrão de dois experimentos em duplicata de
cada grupo específico com n de 6 animais. O símbolo * indica p≤0,05 entre os grupos
indicados.
66
6 – DISCUSSÃO
A MFEL é considerada a mais alta concentração sanguínea de lactato
durante o exercício com cargas constantes, na qual a entrada do lactato na
circulação é igual à remoção, sendo um importante indicador da capacidade
aeróbia (HECK et al., 1985; BENEKE et al., 2001). Em humanos, a
concentração de lactato correspondente a MFEL é de aproximadamente
4mmol/L podendo ter significativas variações entre sujeitos (BILLAT et al.,
2003). Em ratos Wistar, o valor de lactato na MFEL determinada em corrida na
esteira rolante foi semelhante ao encontrado em humanos (PILIS et al., 1993;
MANCHADO et al., 2006). Diferentemente, em exercício de natação, nesses
animais a concentração de lactato foi de aproximadamente 5,5 mmol/L,
mantendo-se inalterada após 8 semanas de treinamento (GOBATTO et al.,
2001; DE ARAUJO et al., 2007).
Em camundongos, a concentração de MFEL determinada em corrida na
esteira também se manteve após treinamento, porém, atingindo valores
inferiores de estabilização (3 mmol/L) em relação aos encontrados com ratos
Wistars (FERREIRA et al., 2007). Contudo, esses valores lactacidêmicos de
MFEL parecem ser dependentes do tipo de exercício, uma vez que
encontramos no presente estudo valores de aproximadamente 5,5 mmol/L de
lactato em exercício de natação (Tabela 3 e 4 e Figura 13). Manchado et al.
(2006) já haviam relatado o efeito do ergômetro na determinação da MFEL em
protocolos envolvendo natação e corrida em ratos Wistars. Essas variações na
concentração de lactato para cada protocolo de exercício pode levar a hipótese
que a manutenção da lactacidemia na MFEL ocorra supostamente pela alta
participação da musculatura menos ativa na oxidação do lactato, hipótese
avaliada por nós no presente estudo. Contudo, nossos dados indicam não
haver diferenças estatísticas entre os valores de expressão gênica do MTC1 e
4 na musculatura do bíceps (tecido pouco ativo) (Figura 14-f e 15-f), não
suportando essa hipótese. Porém, as análises mostram uma tendência de
aumento na expressão de MTC1 na ordem de 16,2% e 25,2% (Imediatamente
e 10horas após o exercício respectivamente) e para o MTC4 de 40,9%, 28,6%
e 35,6%(Imediatamente, 5horas e 10horas após o exercício respectivamente).
Considerando que este trabalho é o primeiro que investigou resposta da
67
expressão gênica de MCT´s em tecidos pouco ativos, outros estudos fazem-se
necessários para melhor caracterizar essa resposta (hipótese), como análises
de períodos mais prolongados em relação ao término do exercício, uma vez
que a cinética de expressão gênica apresenta variável entre os estudos em
relação aos tecidos ativos (GREEN et al., 2002; COLES et al., 2004), e
inclusão de análises de síntese de proteínas dos MCT´s (GREEN et al., 2002;
COLES et al., 2004; MESSONIER et al., 2007).
Por outro lado, Beneke et al. (1995) verificaram diferenças entre as
concentrações de lactato na MFEL obtidas em exercícios envolvendo
diferentes grupos musculares, observando que quanto maior a massa muscular
envolvida no exercício, menor foi a lactacidemia de estabilização na MFEL. No
entanto, no exercício de natação para ratos essa teoria não parece ser válida,
pois mesmo envolvendo maior massa muscular, a concentração de lactato na
MFEL se mantém elevada na natação em comparação ao exercício de corrida
(MANCHADO et al., 2006). Desse modo, a idéia inicial que os músculos menos
ativos possam exercer papel fundamental no máximo equilíbrio entre a
produção e remoção de lactato em condição de MFEL parece não ter sido
constatada em nosso estudo, ao menos pelo comportamento inalterado da
expressão gênica dos MCT1 e MCT4 no bíceps, músculo menos ativo durante
a natação. Em contraste, esses resultados podem indicar que a concentração
de estabilização do lactato na natação se mantém em níveis mais elevados em
relação a exercício de corrida devido à baixa participação da musculatura
pouco ativa no exercício de MFEL, removendo menos esse metabólito
(FERREIRA et al., 2007).
Desse modo, foi esperado que as maiores alterações na expressão
gênica ocorressem nas fibras musculares ativas do tipo I devido à
predominância aeróbia do exercício. Sendo assim, o músculo sóleo foi o que
mais expressou MCT1 em relação ao grupo controle mesmo após 10 horas do
exercício na intensidade de MFEL (Figura 14-a) demonstrando sua alta
correlação com a capacidade oxidativa (ARMSTRONG AND PHELPS, 1984;
BONEN et al., 2000). A expressão do MCT4 mesmo sendo correlacionada com
as fibras de contração rápida, no músculo sóleo também foi aumentada
imediatamente após o exercício e após 10 horas (Figura 15-e). Isso mostra que
as expressões gênicas dos MCT1 e MCT4 no músculo sóleo são as que mais
68
revelam adaptações agudas, provavelmente por efeito do aumento tanto do
influxo quanto do efluxo de lactato durante exercício de natação em MFEL.
Distintamente, a porção vermelha do músculo gastrocnêmio não revelou
resposta semelhante no exercício de natação.
Já a maior expressão gênica do MCT1 na porção branca do
gastrocnêmio imediatamente após o exercício foi surpreendente (Figura 14-c).
Esses valores demonstram que em exercícios na MFEL no qual se utiliza
predominantemente a via energética aeróbia também se torna necessário o
aumento da expressão do MCT1 na musculatura do tipo II. Considerando que a
expressão dos MCTs possa ser controlada pela acidose, a concentração de
lactato no exercício em MFEL (5,5 mmol/L) pode indicar adaptações na
expressão gênica também em transportador oxidativo (MCT1), independente
da musculatura, devido ao seu Km entre 3-5 mmol/L (TONOCHI et al., 2002).
Parece que a regulação da expressão gênica do MCT1 ocorre pela intensidade
do esforço, independente da característica da fibra. No entanto, não se sabe
qual o nível de ação do MCT1 em fibras do tipo II, pois esses transportadores
podem ser expressos não exercendo uma atividade efetiva pelo baixo Km
atingido durante o exercício em MFEL (THOMAS et al., 2005).
No coração, o lactato é utilizado como um importante substrato
energético sendo transportado para o miócito cardíaco para sofrer oxidação.
Durante o exercício em geral, devido ao aumento do fluxo sanguíneo no
coração, a extração do lactato pelo miocárdio aumenta para oxidá-lo a CO
2
(STANLEY, 1991). Em contraste, o lactato também pode ser transportado para
fora da célula cardíaca para evitar acidificação em situações na qual exista alta
produção (STANLEY, 1991). Para isso, um sistema trans-membrana (MCT)
eficiente torna-se de extrema importância para controlar a entrada e saída do
lactato no miocárdio. No entanto, a não alteração da expressão gênica no
MCT1 nesse estudo (Figura 14-a) pode indicar uma baixa necessidade do
miocárdio em expressar MTC1 em períodos mais curtos (imediatamente e 5
horas após o exercício), provavelmente por se tratar de um órgão altamente
especializado em oxidar o lactato (BONEN et al., 2006).
De fato, Eydoux et al. (2000) encontraram aumento no conteúdo de
MCT1 em tecido cardíaco de ratos Wistar após 5 semanas de treinamento em
esteira (1hora/dia, 5dias/semana, 25m/min, Inclinação de 10%). No referido
69
estudo os autores compararam o conteúdo de MCT1 de animais controle
(sedentários), animais sedentários adaptados submetidos à exercício agudo
(25m.min, Inclinação de 10% até exaustão) e animais treinados durante cinco
semanas. Os dados produzidos demonstram aumento de 33% no conteúdo de
MCT1 no miocárdio dos animais treinados, contudo, não foi identificado
nenhuma alteração no conteúdo desse transportador nos animais não
treinados que foram submetidos ao exercício agudo.
Hashimoto et al. (2004) investigaram o conteúdo de MCT1 no miocárdio
após treinamento em ratos enfardados e produziram resultados semelhantes,
ou seja, observaram aumento no conteúdo dessa proteína após 6 semanas de
treinamento em esteira rolante (10m.min, 60min/dia, 5dias/semana). Tais
apontamentos corroboram a hipótese de que exista baixa necessidade do
miocárdio em expressar MCT1 em períodos curtos, exatamente por se tratar de
tecido com alta capacidade oxidativa.
Em relação ao MCT4 no miocárdio, estudos anteriores mostraram que o
coração de ratos não expressa esse transportador (BONEN, 2000; BONEN et
al., 2006). Contudo, além de termos observado tal expressão no músculo
cardíaco de camundongos, a diminuição da expressão gênica do MCT4 nesse
tecido ao longo de 10 horas (Figura 15-a) pode evidenciar a baixa necessidade
de ação desse transportador na condução do lactato para fora da fibra cardíaca
principalmente após exercício na intensidade de MFEL, desviando a
necessidade de aumento da expressão para o MCT1.
Além da expressão dos MCT1 e MCT4 principalmente na musculatura
esquelética e cardíaca, diversos estudos têm investigado o transporte de
monocarboxilados em células de hepatócitos (HALESTRAP et al., 1997;
HALESTRAP & MEREDITH, 2004). Messonnier et al. (2007), relataram que
exercício de moderada intensidade possibilita uma eficiente entrada e saída do
lactato entre as células utilizando-o como substrato energético no fígado pela
neoglicogênese. No entanto, a expressão do MCT1 imediatamente após o
exercício não se alterou nesse tecido, mostrando que a expressão desse
transportador necessita ser aumentada após 10 horas de exercício na MFEL
(Figura 14-b). Como durante o exercício aeróbio a ação do MCT1 é mais
efetiva, a sinalização para expressão desse transportador ocorre tardiamente
(10 horas após o exercício).
70
Em resumo, a concentração de lactato obtida durante o exercício
moderado em intensidade de MFEL não promoveu aumento significativo na
expressão de MCT1 e MCT4 na musculatura pouca ativa do bíceps. Contudo,
diante dos dados obtidos podemos sugerir que a manutenção da lactacidemia
nessa intensidade de esforço pode ser controlada principalmente pela ação dos
MCT1 no músculo sóleo e no coração. Desse modo, são necessários mais
estudos que determinem à expressão gênica dos MCT1 e MCT4 em outras
intensidades de exercício bem como em outros ergômetros, para verificar a
influência da lactacidemia sobre a massa muscular envolvida. Outro aspecto
importante, é que a cinética de expressão do MTC1 nos tecidos consumidores
de lactato ocorre tardiamente (10 horas), mostrando uma adaptação natural
destes tecidos a longo prazo em comparação aos tecidos ativos no qual a
resposta parece ser imediata.
71
7 – CONCLUSÃO
O presente estudo levou às seguintes conclusões:
1. A determinação da MFEL em camundongos durante exercício de
natação mostrou que, nesse modelo de exercício, os valores
lactacidêmicos ficam em torno de 5,5 mmol/L de lactato.
2. A cinética de expressão do MTC1 nos tecidos consumidores de lactato
(coração e fígado) ocorre tardiamente (10 horas), mostrando uma
adaptação a longo prazo destes tecidos em relação aos tecidos ativos,
os quais demonstram uma resposta imediata na regulação da expressão
gênica.
3. O exercício em MFEL não induziu alterações significativas na expressão
gênica de MCT1 ou MCT4 nos tecidos pouco ativos (músculo bíceps).
4. Em tecidos ativos, o exercício de predominância aeróbica promove
adaptações agudas na expressão principalmente do MCT1 tanto em
tecidos com predominância de fibras tipo I (Sóleo) quanto em tecidos
com predominância de fibras tipo II (porção branca do gastrocnêmio);
5. A lactacidemia induzida pelo exercício proposto promove expressão
aguda de MCT4 no músculo Sóleo.
72
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91
9 - ANEXOS
Anexo 1. Análise densitométrica da RT-PCR e perfil eletroforético dos fragmentos do produto
de PCR obtidos em diferentes pontos da amplificação para padronização do número de ciclos
de amplificação para o gene MCT1 a partir do RNA total extraído de diferentes tecidos sob
temperatura de anelamento de 57,1ºC. Em vermelho, o ciclo de escolha para avaliação da
expressão gênica. a) Coração, 34 ciclos; b) Fígado, 32 ciclos; c) Porção vermelha do
gastrocnêmio, 34 ciclos; d) Porção branca do gastrocnêmio, 35 ciclos; e) Sóleo, 37 ciclos; e
f) Bíceps, 35 ciclos.
25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
12500
Ciclos de Amplificação
Absorbância
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
a)
b)
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
12500
Ciclos de Amplificação
Absorbância
34
32
c)
d)
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
12500
Ciclos de Amplificação
Absorbância
34
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
12500
Ciclos de Amplificação
Absorbância
35
e) f)
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
12500
Ciclos de Amplificação
Absorbância
37
35
92
Anexo 2. Análise densitométrica da RT-PCR e perfil eletroforético dos fragmentos do produto
de PCR obtidos em diferentes pontos da amplificação para padronização do número de ciclos
de amplificação para o gene MCT4 a partir do RNA total extraído de diferentes tecidos sob
temperatura de anelamento de 58,2ºC. Em vermelho, o ciclo de escolha para avaliação da
expressão gênica. a) Coração, 34 ciclos; b) Fígado, 37 ciclos; c) Porção vermelha do
gastrocnêmio, 34 ciclos; d) Porção branca do gastrocnêmio, 34 ciclos; e) Sóleo, 37 ciclos; e f)
Bíceps, 34 ciclos.
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
a)
b)
34
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
37
c)
d)
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
34
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
34
e)
f)
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
9000
Ciclos de Amp lificação
Absorbância
37
25 28 31 34 37 40 43 46
4000
5000
6000
7000
8000
9000
10000
11000
12000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
34
93
Anexo 3. Análise densitométrica da RT-PCR e perfil eletroforético dos fragmentos do produto
de PCR obtidos em diferentes pontos da amplificação para padronização do número de ciclos
de amplificação para o gene β-actina a partir do RNA total extraído de diferentes tecidos sob
temperatura de anelamento de 58,2ºC. Em vermelho, o ciclo de escolha para avaliação da
expressão gênica. a) Coração, 30 ciclos; b) Fígado, 34 ciclos; c) Porção vermelha do
gastrocnêmio, 32 ciclos; d) Porção branca do gastrocnêmio, 32 ciclos; e) Sóleo, 34 ciclos; e f)
Bíceps, 34 ciclos.
a)
b)
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
12500
Ciclos de Amplificação
Absorbância
30
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
34
c)
d)
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
32
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
32
e)
f)
22 25 28 31 34 37 40 43 46
0
2500
5000
7500
10000
Ciclos de Amplificação
Absorbância
34
25 28 31 34 37 40 43 46
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
9000
Ciclo de Amplificação
Absorbância
34
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