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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CÂMPUS DE JABOTICABAL
AGENTES MICROBIANOS NO CONTROLE DE NEMATÓIDES E
FUNGOS FITOPATOGÊNICOS DE SOJA E SUA
COMPATIBILIDADE COM AGROQUÍMICOS
HENRIQUE TEIXEIRA NUNES
Engenheiro Agrônomo
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
Maio de 2008
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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CÂMPUS DE JABOTICABAL
AGENTES MICROBIANOS NO CONTROLE DE NEMATÓIDES E
FUNGOS FITOPATOGÊNICOS DE SOJA E SUA
COMPATIBILIDADE COM AGROQUÍMICOS
Henrique Teixeira Nunes
Orientador: Prof. Dr. Antonio Carlos Monteiro
Co-orientador: Prof. Dr. Alan William Vilela Pomella
Tese apresentada à Faculdade de Ciências Agrárias e
Veterinárias – Unesp, Câmpus de Jaboticabal, como parte
das exigências para a obtenção do título de Doutor em
Microbiologia Agropecuária.
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
Junho de 2008
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Nunes, Henrique Teixeira
N972a
Agentes microbianos no controle de nematóides e fungos
fitopatogênicos de soja e sua compatibilidade com agroquímicos
/ Henrique Teixeira Nunes. – – Jaboticabal, 2008
xiii, 77 f. : il. ; 28 cm
Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista, Faculdade de
Ciências Agrárias e Veterinárias, 2008
Orientador: Antonio Carlos Monteiro
Banca examinadora: Clélia Aparecida Iunes Lapera, Ely Nahas,
Marineide Mendonça Aguillera, Margarete Camargo
Bibliografia
1. Soja-controle biológico de nematóides. 2. Fungos fitopatogênicos
de solo. 3. Fungos nematófagos. Título. II. Jaboticabal-Faculdade de
Ciências Agrárias e Veterinárias.
CDU 633.34:631.467
Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação – Serviço
Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal.
v
DADOS CURRICULARES DO AUTOR
HENRIQUE TEIXEIRA NUNES – nascido em 02 de agosto de 1967, em
Patos de Minas – MG. Graduou-se em Agronomia pela UFV/Universidade
Federal de Viçosa, Viçosa – MG, em dezembro de 1989. Em 2004 obteve o Título
de Mestre em Agronomia (Economia Agrária) no Departamento de Economia,
Administração e Sociologia da ESALQ/USP – Escola Superior de Agricultura
“Luiz de Queiroz” da Universidade de São Paulo. Foi professor da Unioeste –
Universidade Estadual do Paraná, - Marechal Cândido Rondon – PR nas
disciplinas de Economia, Teoria Econômica e Economia Brasileira, além de
coordenador do Programa “Bom Emprego” em convenio com o Banco do Estado
do Paraná (Banestado), coordenador do Projeto Índices de Preços da Cesta
Básica da UNIOESTE, em convênio com a Associação Comercial e Industrial de
Marechal Cândido Rondon (ACIMACAR) e coordenador do Projeto Pedagógico
de Implantação do Curso de Agronomia da UNIOESTE - Marechal Cândido
Rondon. Em 2003 foi estagiário do Laboratório de Nematologia da FCAV/UNESP
- Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, da Universidade Estadual
Paulista - Jaboticabal – SP na área de controle biológico de nematóides com
fungos nematófagos. Em 2004 ingressou como aluno regular do curso de
Doutorado em Microbiologia Agropecuária na mesma universidade. Atualmente é
produtor rural, professor da SESPA – Sociedade de Ensino Superior de Patos de
Minas – Patos de Minas – MG, nas disciplinas de Fundamentos de Agronegócios,
Cadeias Produtivas no Agronegócio, Estatística, Economia e Métodos
Quantitativos e diretor da empresa HT Carbon, em Patos de Minas – MG.
AGRADECIMENTOS
vi
Ao Prof. Dr. Antonio Carlos Monteiro pela valiosa orientação, disponibilidade e
amizade;
Ao Prof. Dr. Alan Willian Vilela Pomella pela sessão do Laboratório de
Biocontrole Farroupilha Ltda e áreas rurais da empresa Sementes Farroupilha Ltda para
a realização dos ensaios;
Ao Prof. Dr. Jaime Maia dos Santos pela primeira acolhida em Jaboticabal e todo
o suporte técnico oferecido;
À Prof. Dra. Maria Amélia dos Santos pelo processamento de amostras e
orientações;
Aos professores Clélia Aparecida Iunes Lapera, Ely Nahas, Marineide Mendonça
Aguillera, Margarete Camargo, Roberto Alves de Oliveira, Eliana Gertrudes Macedo
Lemos, Ruben Pablo Schocken-Iturrino pela participação nas bancas examinadoras, e
valiosas correções e sugestões;
À Edna, Rosângela, Assis e todos os amigos do Laboratório de Microbiologia;
A minha namorada Eliane Ribeiro Cardoso pela compreensão, ajuda, carinho e
amor;
Ao pessoal do laboratório de Nematologia, China, Sandra, André, Pedro e Dalton
por toda ajuda;
Á minha família Gogóia, Anizeu, Luciana e Fernanda pelo carinho e apoio;
Ao “seu” Nilton e família por toda ajuda e amizade;
Aos colegas de pós-graduação das áreas de Microbiologia Agropecuária e
Nematologia Agrícola;
SUMÁRIO
vii
Página
RESUMO ................................................................................................................ vi
SUMMARY ............................................................................................................. vii
I. INTRODUÇÃO .................................................................................................... 1
II. OBJETIVOS ....................................................................................................... 4
2.1. Objetivos gerais ............................................................................................. 4
2.2. Objetivos específicos .................................................................................... 4
III. REVISÃO DE LITERATURA.............................................................................. 5
3.1. Agentes Biológicos .......................................................................................
3.2. Microrganismos Endofíticos e Antagonismo de Fungos Nematófagos a
Fungos Patogênicos de Solo ...............................................................................
5
9
3.3. Antagonismo de Fungos Nematófagos a Fungos Patogênicos de Solo...
10
3.4. Compatibilidade de Fungos Nematófagos a Agroquímicos ...................... 11
IV. MATERIAL E MÉTODOS...................................................................................
12
4.1. Obtenção e Manutenção dos Agentes Biológicos de Controle..................
12
4.2. Obtenção dos Fungos Patogênicos de Solo................................................
12
4.3. Obtenção do Inóculo de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines. 13
4.4. Crescimento Micelial e Esporulação de Paecilomyces lilacinus e
Pochonia chlamydosporia em dois substratos .................................................
16
4.5 Patogenicidade in vitro de Paecilomyces lilacinus e Pochonia
chlamydosporia a Ovos de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines ....
16
4.6 Compatibilidade dos Fungos Nematófagos e Nemix com Agroquímicos
Utilizados na Cultura da Soja ..............................................................................
17
viii
4.7 Antagonismo de Pochonia chlamydosporia e Paecilomyces lilacinus a
Fusarium solani e Rhizoctonia solani ................................................................
18
4.8. Potencial do Controle de Meloidogyne incognita Infectando Plantas de
Soja em Casa de Vegetação .................................................................................
19
4.8.1. Tratamento de sementes ............................................................................
19
4.8.2 Plantio e infestação de Meloidogyne incógnita ........................................ 20
4.8.3. Aplicação em pós-emergência .................................................................. 20
4.8.4. Determinação do número de galhas, de ovos, de nematóides juvenis
de Meloidogyne incognita presentes no sistema radicular e da matéria seca
da raiz ....................................................................................................................
21
4.8.5 Delineamento experimental e análise estatística ..................................... 21
4.9. Controle de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines com Fungos
nematófagos e Nemix em Condições de Campo ...............................................
21
4.10. Colonização de Raízes de Soja pelos Fungos Nematófagos e Nemix ....
25
V. RESULTADOS E DISCUSSÃO 26
5.1. Crescimento Micelial e Esporulação de Paecilomyces lilacinus e
Pochonia chlamydosporia em dois substratos .................................................
26
5.2. Colonização de Raízes de Soja pelos Fungos Nematófagos .................... 26
5.3 Patogenicidade in vitro de Paecilomyces lilacinus e Pochonia
chlamydosporia a Ovos de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines ....
28
5.4. Compatibilidade dos Fungos Nematófagos e Nemix com Agroquímicos
Utilizados na Cultura da Soja ..............................................................................
30
5.5. Antagonismo de Pochonia chlamydosporia e Paecilomyces lilacinus a
ix
Fusarium solani e Rhizoctonia solani ................................................................
30
5.6. Potencial do Controle de Meloidogyne incognita Infectando Plantas de
Soja em Casa de Vegetação ................................................................................
33
5.6.1. Número de galhas de Meloidogyne incognita nas raízes da soja ......... 33
5.6.2. Peso da matéria seca das raízes de soja .............................................. 35
5.6.3. Número de ovos de Meloidogyne incognita nas raízes de soja ............ 38
5.6.4. Número de juvenis de Meloidogyne incognita nas raízes de soja ........ 40
5.7. Controle de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines com Fungos
nematófagos e Nemix em Condições de Campo ..............................................
40
5.7.1. Experimentos Realizados na Fazenda Rio Brilhante (reboleira com
Meloidogyne incognita ........................................................................................
40
5.7.2. Experimentos Realizados na Fazenda São Francisco (reboleira com
Heterodera glycines .............................................................................................
43
VI. CONCLUSÕES ................................................................................................. 47
VII. REFERÊNCIAS ............................................................................................... 48
LISTA DE FIGURAS
Página
x
Figura 1. Aspecto geral dos vasos cultivados com soja em casa de vegetação.
14
Figura 2. Detalhe dos vasos cultivados com soja em casa de vegetação ........ 15
Figura 3. Aspecto geral da área experimental cultivada com soja no
Município de Coromandel – MG, 2008..................................................................
24
Figura 4. Colonização de raízes de plantas proveniente de sementes de soja
tratadas com Pochonia chlamydosporia, cultivadas em casa de vegetação ..
27
Figura 5. Ovo de Meloidogyne incognita colonizado por Pochonia
chlamydosporia......................................................................................................
29
Figura 6. Efeito dos fungos fitopatogênicos na emergência de plântulas de
soja em solo estéril com 10 dias de idade após tratamento de sementes
com agentes de biocontrole: PL: sementes tratadas com Paecilomyces
lilacinus; PC: sementes tratadas com Pochonia chlamydosporia, semeadas
em solo inoculado com Fusarium solani; PL+FS: sementes tratadas com
Paecilomyces lilacinus, semeadas em solo inoculado com F. solani. Médias
seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p <
0,05). Teste F para tratamentos: 5,09**; Desvio padrão: 0,77; C.V. (%): 9,80.
31
Figura 7. Efeito no número de plantas sadias após 30 dias de plantio em
solo estéril provenientes de sementes de soja tratadas com agentes de
biocontrole: PL: sementes tratadas com Paecilomyces lilacinus; PC:
sementes tratadas P. chlamydosporia; RS: solo inoculado com Rhizoctonia
solani; FS: solo inoculado com F. solani. PL+RS: sementes tratadas com
Paecilomyces lilacinus, semeadas em solo inoculado com Rhizoctonia
solani; PC+RS: sementes tratadas com Pochonia chamydosporia,
xi
semeadas em solo inoculado com Rhizoctonia solani; PL+FS: sementes
tratadas com Paecilomyces lilacinus, semeadas em solo inoculado com
Fusarium solani; PC+FS: sementes tratadas com Pochonia
chlamydosporia, semeadas em solo inoculado com Fusarium solani.
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey
(p < 0,05). Teste F para tratamentos: 12,86**; Desvio padrão: 1,18; C.V. (%):
19,09. ......................................................................................................................
32
Figura 8. Número de galhas de Meloidogine incognita formadas nas raízes
de soja após tratamento com os agentes biológicos e o agente químico, e
inoculação do parasita. TEST: testemunha sem inoculação do nematóide e
sem aplicação dos agentes de controle; TEST MEL: testemunha com
inoculação de Meloidogyne incognita; PC TS: tratamento de sementes com
Pochonia chlamydosporia; PL TS tratamento de sementes com
Paecilomyces lilacinus; Nemix TS: tratamento de sementes com Nemix;
Nemix TS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em pós-emergência
com Nemix; PLTS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em pós-
emergência com Paecilomyces lilacinus; Aldicarb: aplicação de Aldicarb
em pós emergência; PCTS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em
pós-emergência com Pochonia chlamydosporia. Médias seguidas de
mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F
para blocos: 14,4**; Teste F para tratamentos: 5,5**; Desvio padrão: 2,40;
C.V. (%): 36,7. .......................................................................................................
34
Figura 9. Peso da matéria seca das raízes de soja após tratamento com os
xii
agentes biológicos e o agente químico, e inoculação do parasita. Médias
seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p <
0,05). Teste F para blocos: 3,38**; Teste F para tratamentos: 4,28**; Desvio
padrão: 0,47; C.V. (%): 16,3. .................................................................................
36
Figura 10. Número de ovos de Meloidogyne incognita nas raízes de soja
após tratamento com os agentes biológicos e o agente químico, e
inoculação do parasita. Médias seguidas de mesma letra não diferem entre
si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F para blocos: 3,38**; Teste F para
tratamentos: 4,28**; Desvio padrão: 0,47; C.V. (%): 16,3. .................................
37
Figura 11. Número de juvenis de Meloidogyne incognita nas raízes de soja
após tratamento com os agentes biológicos e o agente químico, e
inoculação do parasita em casa de vegetação. Médias seguidas de mesma
letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F para
blocos: 0,35NS; Teste F para tratamentos: 13,18**; Desvio padrão: 54,51;
C.V. (%): 29,82. ......................................................................................................
39
Figura 12. Número de juvenis de Meloidogyne incognita por 150 cc de solo
sob cultivo de soja após tratamento com os agentes biológicos e o agente
químico em área naturalmente infestada. Médias seguidas de mesma letra
não diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F: 4,97**; Desvio
padrão: 148,81; C.V. (%): 32,09. PC: Pochonia chlamydosporia; PL:
Paecilomyces lilacinus; TEST: Testemunha. .....................................................
41
Figura 13. Número de ovos e juvenis de Meloidogyne incognita nas raízes
de soja após tratamento com os agentes biológicos e o agente químico, em
xiii
área naturalmente infestada sob cultivo de soja. Médias seguidas de
mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F
para blocos: 0,44NS; Teste F para tratamentos: 4,38**; Desvio padrão:
1199,3,51; C.V. (%): 30,88. PC; Pochonia chlamydosporia; PL;
Paecilomyces lilacinus; Testemunha; TEST. .....................................................
42
Figura 14. Número de juvenis de Heterodera glycinis no solo cultivado sob
soja: PC: Pochonia chlamydosporia; PL: Paecilomyces lilacinus; TEST:
Testemunha. Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo
teste de Tukey (p < 0,05). Teste F: 5,96**; Desvio padrão: 248,1; C.V. (%):
26,01. ......................................................................................................................
44
Figura 15. Número de ovos e juvenis de Heterodera glycinis por grama de
raízes de soja em área naturalmente infestada: PC: Pochonia
chlamydosporia; PL: Paecilomyces lilacinus; TEST: Testemunha. Médias
seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p <
0,05). Teste F para blocos: 0,74NS; Teste F para tratamentos: 3,98*; Desvio
padrão: 50,26; C.V. (%): 19,53. .............................................................................
45
Figura 16. Número de cistos totais de Heterodera glycines no solo
cultivado com soja: PC: Pochonia chlamydosporia; PL: Paecilomyces
lilacinus; TEST: Testemunha. Médias seguidas de mesma letra não diferem
entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F: 14,49*; Desvio padrão:
11,58; C.V. (%): 20,04. ...........................................................................................
46
xiv
AGENTES MICROBIANOS NO CONTROLE DE NEMATÓIDES E
FUNGOS DE SOLO EM SOJA E SUA COMPATIBILIDADE
COM AGROQUÍMICOS
RESUMO – Nematóides de galhas e cisto, além de fungos de solo causadores
de doenças constituem importante grupo de patógenos da cultura da soja, sendo
o manejo integrado uma das principais medidas de controle visando a redução
de perdas econômicas. O objetivo deste trabalho foi avaliar a eficácia dos fungos
Paecilomyces lilacinus e Pochonia chlamydosporia e de um produto comercial à
base de Bacillus sp. e do nematicida químico Aldicarb no controle de
Meloidogyne incognita, Heterodera glycines, Fusarium solani e Rhizoctonia
xv
solani em soja, variedade M-SOY 6101, para o que foram feitos ensaios in vitro,
em casa de vegetação e em campo. Foi também avaliada a produção dos fungos
em dois substratos, sua compatibilidade com agroquímicos utilizados em soja e
capacidade de colonização de raízes. Os fungos colonizaram satisfatoriamente
grãos de arroz e milheto. Também foram compatíveis a inseticidas baseados em
Fipronil. P. chlamydosporia colonizou endofiticamente raízes de soja. Nenhum
dos fungos, utilizados em tratamento de sementes inibiu a germinação ou causou
tombamento em plântulas de soja, porém não foram eficientes em prevenir esta
doença quando o substrato estava inoculado com F. solani e R. solani. Nos
ensaios em casa de vegetação com infestação de plantas com M. incognita
apenas aldicarb reduziu o número de juvenis no solo e ovos nas raízes, porém
os tratamentos biológicos reduziram o número de ovos nas raízes, tendo P.
lilacinus favorecido a manutenção do peso seco das raízes. Nos ensaios em
campo, em 2 áreas naturalmente infestadas com M. incognita e H. glycines,
somente Aldicarb se mostrou eficiente na redução do número de juvenis no solo
e de juvenis e ovos de M. incognita e H. glycines nas raízes de plantas de soja.
P. chlamydosporia foi o agente mais efetivo na redução do número de cistos de
H. glycines no solo, tendo também os tratamentos com P. lilacinus e aldicarb
reduzido significativamente estes inóculos.
Palavras- chave: controle biológico de nematóides, fungos fitopatogênicos de
solo, fungos nematófagos
xvi
BIOLOGICAL CONTROL AGENTS AGAINST NEMATODES AND SOILBORNE
FUNGI IN SOYBEAN AND COMPATIBILITY WITH AGROCHEMICALS
SUMMARY – Root-knot, cyst nematodes, and soilborne fungi are considered
important pathogens for soybean crop. The objective of this work was to evaluate
the efficacy of the fungi Paecilomyces lilacinus and Pochonia chlamydosporia, a
commercial product based on Bacillus sp. and aldicarb on the control of
Meloidogyne incognita, Heterodera glycines Ichinohe, Fusarium solani and
Rhizoctonia solani on soybean, cultivar M-SOY 6101. The experiments were
conducted in vitro, in greenhouse and in the field. Mass production of the fungi on
rice and millet was tested, as well as the compatibility of them with some chemical
pesticides. The colonization of the soybean roots by the fungi tested was also
evaluated. The fungi were able to colonize and sporulate on the grains tested. All
of the biocontrol agents were compatible with the insecticide Fipronil. P.
clamydosporia was able to colonize endophyticaly soybean roots. There were no
germination inhibition or dumping off caused by the fungi applied to the seeds,
however they were not able to control the dumping off caused by F. solani and R.
solani when the substrate was treated with theese pathogens. In the green house
trials when the substrate was treated with M. incognita only aldicarb reduced the
number of juveniles in the soil and eggs in the roots, however the number of eggs
in the roots was reduced by the biocontrol fungi. P. lilacinus was able to increase
the root dry weight. In the field it was observed that at the 2 areas naturally
infested with M. incognita and H. glycines, only Aldicarb was efficient to reduce
the number of juveniles from the soil and juveniles and eggs of M. incognita e H.
glycines in the soybean roots. P. chlamydosporia was the most effective fungus to
reduce the number of H. glycines cists in the soil. P. lilacinus and aldicarb were
also able to significantly reduce these propagules.
Key words: Biological control of nematodes, soilborne fungi, nematofagous fungi
1
I. INTRODUÇÃO
Os nematóides constituem o grupo de pluricelulares mais abundantes no planeta
(KIMPINSKI & STURZ, 2003). Geralmente são classificados segundo seu hábito
nutricional. Dentre os grandes grupos de nematóides estão os fitonematóides, ou
nematóides parasitas de plantas que causam perdas econômicas significativas em uma
grande variedade de culturas. Estes organismos alimentam-se e reproduzem-se em
plantas vivas, podendo migrar para a região rizosférica, para dentro das raízes, ou em
direção à parte aérea. Em 1987, SASSER & FRECKMAN já havia estimado, perdas
mundiais causadas por nematóides variando de 8 a 20%, com valor anual de 87 bilhões
de dólares.
Para o manejo destes parasitas frequentemente se recorre ao controle químico
que têm seu uso cada vez mais limitado por sua alta toxicidade, risco de contaminação
ambiental, alto custo, baixa disponibilidade em países em desenvolvimento, ou baixa
eficácia de controle após repetidas aplicações (DONG & HANG, 2006).
O Brasil é o maior exportador mundial de soja (Glycine max L. Merrill), liderando
o ranking de setores exportadores do agronegócio, representou 19,5% em 2007. As
exportações de grãos, farelo e óleo cresceram 22,3% de 2006 para 2007 (de US$ 9,3
bilhões para US$ 11,4 bilhões, com produção total de 53,3 milhões de toneladas
(MAPA, 2008).
Dentre os nematóides-chave na cultura da soja encontram-se os nematóides de
galha Meloidogyne incognita (KOFOID & WHITE) CHITWOOD e M. javanica (TREUB)
CHITWOOD, principalmente, e o nematóide do cisto da soja (NCS) Heterodera
glycynes ICHINOHE.
Os nematóides do gênero Meloidogyne sp. possuem ampla distribuição
geográfica e representam um dos principais problemas para a cultura da soja. Formam
estruturas denominadas galhas no sistema radicular da planta interrompendo tanto os
vasos condutores, xilema e floema ocasionando murcha das plantas durante os
períodos mais quentes do dia, menor desenvolvimento das plantas, desfolha prematura,
2
sintomas de deficiência mineral, clorose, redução e deformação do sistema radicular,
decréscimo da eficiência das raízes em absorver e translocar água e nutrientes e menor
crescimento da parte aérea, culminando com menor produção, comprometendo ou até
mesmo inviabilizando o cultivo em áreas com infestações mais severas (TIHOHOD,
2000). M. incognita geralmente é um sério problema em áreas cultivadas anteriormente
com algodão ou café.
Heterodera glycines é um dos principais agentes que limitam a produção de soja
no mundo (WRATHER, 1992). Até 1992, não havia sido detectado no Brasil a espécie
H. glycines parasitando culturas de soja. Até então, nenhuma variedade comercial
possuía resistência ao NCS. A partir desta data, o NCS dispersou rapidamente para os
principais estados produtores de soja, devido a facilidade de agregação ás sementes,
aos implementos agrícolas, por pássaros, pelos ventos, pelo homem e outros meios
(SILVA et al, 2006).
No Brasil já foram identificadas cerca de 50 doenças em soja causadas por
diversos patógenos como bactérias, fungos, vírus e nematóides (GAZZONI &
YORINORI, 1995). Estas doenças podem ser consideradas como um dos diversos
fatores limitantes à obtenção de incrementos na produtividade média nacional, que
poderia ser superior a 3.200 kg/ha caso fossem manejadas corretamente (ALMEIDA,
2001). Dentre os fungos de solo patogênicos à cultura, podem ser citados Fusarium
solani f. sp. glycines, causador da podridão vermelha das raízes, doença que já é
motivo de grande preocupação e perdas nas regiões onde já foram constatadas
(FRONZA, 2003) e Rhizoctonia solani, fungo, pertencente ao grupo de anastomose 1 IA
(AG-1 IA) que também é um dos patógenos mais importantes afetando a cultura da soja
no Brasil, causando queima da folha e/ou mela em soja (BASSETO et al., 2006).
No manejo integrado de doenças e nematóides devemos utilizar várias
estratégias combinadas, como medidas de exclusão, utilização de plantas antagonistas,
controle químico, adubação verde, cultivares resistentes, rotação de culturas, pousio e
controle biológico (BARKER & KOENNING, 1998). No caso do nematóide do cisto e
galhas da soja onde não ocorre controle químico eficiente, o controle biológico assume
muita importância (ARAÚJO et al., 2002).
3
O controle biológico apresenta uma série de vantagens em relação ao químico,
pois não contamina, não desequilibra o meio ambiente e nem deixa resíduos, além de
ser barato e de fácil aplicação (SOARES, 2006). Uma grande quantidade de
organismos são capazes de repelir, inibir ou mesmo levar a morte dos fitonematóides.
Mais de 200 inimigos naturais de fitonematóides têm sido reportados, dentre eles,
fungos, bactérias, nematóides predadores e ácaros e outros (STIRLING, 1991). Dentre
estes, os fungos têm se destacado. Cerca de 75% dos antagonistas identificados, são
fungos que habitam normalmente o solo que podem ser parasitas de ovos, predadores
de juvenis, adultos ou cistos, ou ainda produzirem metabólitos tóxicos aos nematóides
(JATALA, 1986). Alguns fungos nematófagos também podem ser capazes de colonizar
endofiticamente raízes de plantas e, além disso, controlarem doenças causadas por
fungos de solo (MONFORT et al., 2005).
Também as bactérias do gênero Bacillus, principalmente B. subtilis, além de
componentes da população microbiana do solo, rizoplano e filoplano, apresentam
características atrativas para os estudos de controle biológico de doenças de plantas
(NORONHA et al., 1995). Porém, para a comercialização desses antagonistas são
necessárias muitas pesquisas preliminares, dado que sua performance em campo pode
ser bastante inconsistente (DONG & ZHANG, 2006).
Em virtude do sério problema que os nematóides representam para as culturas
agrícolas, novos estudos se fazem necessários para viabilizar o uso de estratégias
integradas de manejo de nematóides e doenças.
4
II. OBJETIVOS
2.1. Objetivos gerais
Avaliar a eficácia de agentes de controle biológico de nematóides e de fungos
fitopatogênicos de solo na cultura da soja, em condições similares à utilizada no cultivo
mecanizado de campo, bem como a compatibilidade destes agentes com agroquímicos
usualmente utilizados na cultura.
2.2. Objetivos específicos
a) Avaliar a eficácia P. chlamydosporia e P. lilacinus, de um produto comercial à base
de Bacillus (Nemix) no controle de M. incognita e H. glycines em soja, variedade M-SOY
6101.
b) Avaliar o antagonismo dos fungos aos fitopatógenos de solo Fusarium solani e R.
solani, causadores de tombamento em soja.
c) Testar a compatibilidade dos agentes biológicos de controle com agroquímicos
usualmente utilizados em plantios comerciais de soja.
d) Verificar a capacidade dos fungos e das bactérias presentes no Nemix de colonizar
endofiticamente raízes de soja.
5
III. REVISÃO DE LITERATURA
3.1. Agentes biológicos
Fungos nematófagos são fungos com capacidade de capturar, parasitar ou
paralisar nematóides em qualquer estágio de seu ciclo de vida. Os fungos são divididos
em grupos em função de seu modo de ação: ectoparasitas ou predadores,
endoparasitas, parasitas de ovos e fêmeas e produtores de metabólitos tóxicos
(JANSSON et al., 1997).
Os fungos predadores capturam nematóides móveis no solo com estruturas de
captura ou armadilhas especializadas formadas ao longo do crescimento vegetativo das
hifas. A morfologia e funcionalidade das armadilhas diferem em função da espécie do
fungo, os quais podem ser divididos em quatro grupos principais, de acordo com o tipo
de armadilha que apresentam: redes adesivas, nódulos adesivos, ramos adesivos e
anéis constritores (AHREN & TUNLID, 2003). Estes fungos apresentam baixa
especificidade de hospedeiros e podem ser mais ou menos especializados ou saprófitas
no solo (PENSMARK et al., 1995).
Os fungos nematófagos endoparasitas não formam armadilhas, porém usam
seus conídios que emitem suas estruturas para infectar os nematóides. Estes conídios
podem ser móveis ou não. Muitos desses fungos são parasitas obrigatórios e passam
sua vida vegetativa dentro de nematóides infectados, formando apenas os conídios fora
do corpo do hospedeiro. No solo, eles sobrevivem basicamente por meio desses
conídios. Normalmente têm mais especificidade que os predadores (JANSSON et al.,
1997). Ovos e fêmeas de nematóides em estágios sedentários de vida podem ser
infectados.
Dentre os vários fungos nematófagos, os ovicidas ou oportunistas estão entre os
mais promissores, tanto pela capacidade saprofítica quanto pelo fácil crescimento in
vitro. Para o controle de nematóides de galha podem ser muito eficientes, visto que a
massa de ovos desses nematóides é compactada numa matriz gelatinosa em cada
6
fêmea, facilitando a colonização (BARRON, 1977). Dentre o grande número de fungos
parasitas de ovos conhecidos, apenas Pochonia chlamydosporia (Goddard) Zare &
Gams (sinonímia Verticillium chlamydosporium), e Paecilomyces lilacinus (Thom.)
Samsom têm sido melhor estudados devido aos resultados promissores apresentados
(ATKINS et al., 2003; JATALA et al., 1980).
Paecilomyces lilacinus pertence à classe Hyphomycetes. É um fungo parasito de
ovos e cistos e trata-se de um oportunista com muito pouca especificidade de
hospedeiros, embora os diferentes isolados em geral difiram na sua habilidade para
parasitar os ovos e os cistos de diferentes espécies de nematóides (GOETTEL et al.,
2001). Este fungo é um saprófita capaz de utilizar grande faixa de substratos (DOMSCH
et al., 1980) e cresce bem às temperaturas entre 15 e 30 ºC, com ótimo entre 25 e 30
ºC. Sua adaptabilidade a uma ampla faixa de pH do solo torna-o um organismo
competitivo em solos agricultáveis. Além disso, P. lilacinus é compatível com muitos
fungicidas e nematicidas (VILLANUEVA & DAVIDE, 1983; JACOBS et al., 2003).
Quando aplicado no solo o fungo se estabelece, cresce e dissemina-se rapidamente e,
em curto período de tempo, torna-se a espécie dominante. Em testes de laboratório
infectou ovos de Meloidogyne incognita (Kofoid & White) Chitwood e destruiu os juvenis
em curto espaço de tempo (JATALA, 1986), confirmando sua eficácia como agente do
biocontrole.
O processo de infecção de ovos de Meloidogyne spp. por P. lilacinus inicia-se
com o crescimento da hifa do fungo sobre a gelatina que recobre a massa de ovos do
nematóide. A colonização dos ovos aparenta ocorrer pela simples penetração da
parede do ovo por uma hifa individual, auxiliada por atividades mecânicas e/ou
enzimáticas (JATALA, 1986). A protease serina produzida por P. lilacinus possui um
papel importante na penetração do fungo através da cutícula dos ovos dos nematóides
(BONANTS et al., 1995).
Após a penetração, em curto espaço de tempo, os ovos são completamente
colonizados pelo fungo. O fungo penetra nos ovos de Meloidogyne spp. mais
rapidamente que nos de Globodera spp. ou de Nacobbus spp. Várias pesquisas foram
desenvolvidas e resultaram na obtenção de dados sobre o comportamento do fungo em
7
diversas localidades do mundo (JATALA, 1985). Segundo JATALA (1986), os
resultados da aplicação de P. lilacinus a campo, em algumas fazendas no Peru,
evidenciaram a eficácia do fungo no controle de M. incognita em diferentes culturas e
também de Tylenchulus semipenetrans Cobb, em citros.
Culturas de P. lilacinus foram enviadas para pesquisadores em 46 países,
através do International Meloidogyne Project (ESSER & EL-GHOLL, 1993),
possibilitando a divulgação do conhecimento sobre o fungo. Um estudo evidenciou que
as folhas de Calotropis procera (Aiton) Aiton adicionadas ao solo junto com P. lilacinus
foram mais efetivas do que todos os outros materiais orgânicos usados de forma
integrada, tendo como resultado o aumento do crescimento da planta, redução da
população do nematóide e redução do número de galhas nas raízes, além do aumento
do parasitismo do fungo sobre o nematóide (AHMAD & KHAN, 2004). Vários
pesquisadores no Brasil têm estudado a eficácia desse fungo no biocontrole de
nematóides, especialmente Meloidogyne javanica (CAMPOS, 1992; CARNEIRO &
GOMES, 1993; RIBEIRO & CAMPOS, 1993; D’ANGIERI FILHO & CAMPOS, 1997).
Pochonia chlamydosporia também tem sido apontado como um agente de
biocontrole de nematóides com expressivo potencial. O fungo é capaz de sobreviver na
ausência do hospedeiro, visto que produz clamidósporos, o que o torna mais resistente
a condições adversas do ambiente que outros, além de ser facilmente cultivado in vitro.
É um parasito de ovos dos nematóides de cisto e dos formadores de galha (FREIRE &
BRIDGE, 1985). Foi apontado como uma das principais causas do declínio de
populações do nematóide de cistos dos cereais em monocultura na Inglaterra (KERRY
et al., 1982). Pode reduzir as populações de nematóides em mais de 90% quando
aplicado a campo (DELEIJ et al., 1993).
KERRY & HIDALGO-DIAS (2004) desenvolveram um sistema de manejo
integrado de controle de nematóides de galha em cultivos orgânicos baseado no uso de
P. chlamydosporia. Este isolado está sendo produzido em massa em Cuba e
comercializado com o nome de KlamiC
®
. GARCIA et al., (2004) e MORGAN-JONES et
al. (1983) mencionaram que esse fungo preveniu a eclosão de juvenis de Meloidogyne
arenaria (Neal) Chitwood colonizando os ovos do nematóide. Tanto a parede do ovo
8
quanto a cutícula do juvenil aparentam ser fisicamente impenetráveis, contudo, ocorreu
a penetração de hifas do fungo as quais se desenvolvem endogenamente tanto em
ovos quanto em juvenis. DELEIJ et al. (1993) constataram efeito sinergístico da
aplicação de Aldicarb com Verticillium chlamydosporium (= P. chlamydosporia) para o
manejo da população de M. incognita, obtendo 100 % de controle. Este estudo sinaliza
com a possibilidade da utilização combinada de nematicidas com fungos nematófagos
de modo a permitir a redução da quantidade de pesticida químico aplicada ao solo, sem
comprometer ou até aumentando a eficácia do tratamento.
Entre os principais inimigos naturais, HALLMANN et al (2004) sugerem que as
bactérias, notadamente as endofíticas, apresentam potencial para o controle de
fitonematóides, principalmente endoparasitas. SIKORA & PADGHAM (2007) relataram
redução de 40% na penetração e formação de galhas de Meloidogyne graminicola com
inoculações de Bacillus megaterium nas raízes de arroz. Além disso, a colonização das
raízes com esta bactéria diminuiu a migração do nematóide para a rizosfera em 60% e
seus metabólitos reduziram em 60% a eclosão dos ovos.
KERRY (1987), STIRLING (1991) e SIKORA (1992) relataram que bactérias da
rizosfera reduzem o nível de danos de nematóides com liberação de toxinas ou
modificação dos esudatos radiculares, sendo de fácil crescimento in vitro, além disso,
podem ser aplicadas em tratamento de sementes. Porém, estes autores relataram
certas desvantagens desses microrganismos como durabilidade curta, especificidade e
pouco efeito na redução da multiplicação dos nematóides.
H. glycines tem sido relatado como um nematóide que causa sérios problemas
para a cultura da soja. Vários grupos de organismos participam do controle deste
fitonematóide através de predação, parasitismo e competição. Estes grupos
taxonômicos incluem fungos, bactérias, vírus, rickétsias, protozoários, turbelários,
tardígrados, anelídeos, ácaros, insetos, nematóides e plantas (STIRLING, 1991). Porém
poucos desses organismos apresentam potencial efetivo de regular a população do
nematóide. Segundo o autor, os fungos têm sido os mais promissores agentes de
controle, além de algumas poucas bactérias. Os organismos mais frequentemente
testados para o controle do nematóide do cisto são os fungos P. lilacinus, P.
9
chlamydosporia, Lecanicillium lecanii, Hirsutella spp., ARF18, Fusarium spp., poucas
espécies de fungos nematófagos predadores, e as bactérias Pasteuria spp. e Bacillus
spp. (CHEN et al., 2004). Alguns produtos biológicos para controle de H. glycines têm
sido comercializados. O produto “Soybean Root Bio-Protectant” está sendo usado na
China e em 1996 era aplicado em 12.000 ha (LIU et al., 1996). Este produto contém P.
lilacinus, matéria orgânica, filtrado de plantas nematicidas e fertilizantes minerais que
reduziu a população do nematóide e aumentou a produtividade (WANG et al., 1997).
Outro produto biológico registrado nos Estados Unidos é o “DiTera
®
”, que contém
filtrado de Myrothecium verrucaria produzido em meio líquido (WARRIOR et al., 1999).
3.2. Microrganismos Endofíticos e Antagonismo de Fungos Nematófagos a
Fungos Patogênicos de Solo
As interações não patogênicas entre plantas e microrganismos são conhecidas
há muitos anos. Microrganismos endofíticos são aqueles que habitam o interior das
plantas durante pelo menos um período do ciclo de suas vidas (AZEVEDO, 1998). No
início dos anos setenta, microrganismos endofíticos eram considerados neutros, não
causando danos ou benefícios às plantas, mas através dos conhecimentos adquiridos,
sabe-se atualmente que esses microrganismos em muitos casos desempenham um
papel importante na proteção da plantas contra predadores e patógenos (AZEVEDO et
al., 2000). Dentre os mecanismos pelos quais fungos endofíticos controlam ataques de
insetos e outras pragas e doenças incluem a produção de toxinas que influência estes
compostos nas plantas e animais, e como sua produção pode ser afetada por
condições genéticas e ambientais.
BORDALLO et al. (2002) sugerem que, desde que os fitonematóides atacam
tecido radiculares, a colonização destes tecidos por fungos nematófagos pode ser uma
grande vantagem no controle biológico de nematóides, somente se os fungos tiverem
potencial como agentes de biocontrole. Pelos resultados obtidos por estes autores, foi
constatada a capacidade de colonização radicular de Arthrobotrys oligospora e P.
chlamydosporia em plantas de cevada e tomate, indicando que estes fungos colonizam
10
endofiticamente tanto monocotiledônias quanto dicotiledôneas. Estes produziram
apressórios para facilitar a penetração nas raízes pelos dois fungos, e também
induziram modificações na parede celular das células. Além disso, A. oligospora
apresentou quimiotropismo em direção às raízes
PENSMARK & JANSSON (1997) constataram que a concentração de fungos
nematófagos na rizosfera possui especificidade de culturas e fungos. GARPARD &
MANKAU (1986) acharam maior concentração de Arthrobotrys spp. na rizosfera de
citros do que em solo circunvizinho. PETERSON & KATZNELSON (1965) constataram
o mesmo em soja e tomate. Para BOURNE et al. (1996) os fungos nematófagos
parasitas de ovos são encontrados comumente na rizosfera das principais culturas
comerciais. LLOPEZ-LORCA et al. (2002) verificaram a capacidade de colonização de
raízes de cevada por esses fungos particularmente P. chlamydosporia. Segundo estes
autores, a interação entre células da raiz de cevada e P. chlamydosporia indica que o
fungo apresenta um comportamento endofítico nas células da raiz.
3.3. Antagonismo de Fungos Nematófagos a Fungos Patogênicos de Solo
Apesar de P. chlamydosporia ser um agente de biocontrole de nematóides de
galhas e cistos, e ser encontrado em infestações desses nematóides em inúmeros
países, KERRY (1987) e LEINHOS & BUCKENAUER (1992), reportaram a capacidade
deste fungo em parasitar fungos fitopatogênicos de solo. Estudos recentes
demonstraram o antagonismo desse fungo contra alguns fitopatógenos de solo, como
por exemplo Fusarium solani e Rhizoctonia solani (JACOBS et al., 2003).
Segundo MONFORT et al. (2003), estas propriedades de P. chlamydosporia e
outros fungos nematófagos, aliadas à sua capacidade de colonização de raízes e
controle de fitonematóides fazem destes fungos agentes de controle biológico de “duplo
propósito”, os quais têm um grande potencial na agricultura e merecem ser agora
melhor investigados e entendidos. Estes autores pesquisaram P. chlamydosporia e
mais dois fungos parasitas de ovos para o controle de Gaeumannomyces graminis var.
tritici, causador do “mal-do-pé” a principal doença do trigo em nível mundial. Pelos seus
11
resultados, os três fungos reduziram a colonização e necroses das raízes do trigo pelo
patógeno em placas de Petri e plantio em tubos em condições controladas, além de
promover maior crescimento das raízes, sendo que a colonização das raízes pelos
fungos nematófagos não foi infuenciada pelo patógeno. Já em condições de campo não
houve controle eficiente, apesar dos agentes terem promovido maior crescimento das
raízes. Isto sugere que mais pesquisas sobre o assunto serão oportunas.
Em um teste in vitro, ao avaliar a habilidade de um isolado de P. lilacinus crescer
e inibir o crescimento de Rhizoctonia solani, Chaetomium globosum, Fusarium
oxysporum, Penicillium bilaii e Trichoderma harzianum Rifai, JACOBS et al. (2003)
relataram que o fungo mostrou-se mais competitivo quando comparado a
Plectosphaerella cucumerina e P. chlamydosporia a 10 e 20 ° C.
3.4. Compatibilidade de Fungos Nematófagos a Agroquímicos
Existem evidências de que produtos químicos utilizados na proteção das culturas
podem ter efeitos antagônicos, nulos ou sinérgicos sobre a atividade de fungos
utilizados no controle biológico no agrossistema (BENZ, 1987). Assim, conhecer a
compatibilidade destes produtos sobre as diversas fases de desenvolvimento dos
fungos é essencial em programas de manejo de pragas e doenças. A preservação da
viabilidade dos conídios é de extrema importância, pois estas estruturas são as
responsáveis pela sobrevivência e desenvolvimento posterior do fungo (DUARTE et al.,
1992). É também importante a sua preservação, quando o fungo (conídios) é aplicado a
campo, de modo inundativo, associado ou não a produtos fitossanitários (NEVES et al.,
2001).
12
IV. MATERIAL E MÉTODOS
Os experimentos foram conduzidos em condições controladas no Laboratório de
Biocontrole Farroupilha (LBF), no município de Patos de Minas, MG e em sua casa de
vegetação com irrigação por microaspersão durante 25 minutos diariamente no período
de janeiro de 2007 a janeiro de 2008. O ensaio em condições de campo foi realizado
em duas áreas sob cultivo de soja em fazendas da empresa Sementes Farroupilha
Ltda., no município de Coromandel - MG, no período de outubro de 2007 a fevereiro de
2008. As análises nematológicas foram realizadas no Laboratório de Fitossanidade da
FCAV/Unesp, Câmpus de Jaboticabal – SP, e no Laboratório de Nematologia da UFU,
Câmpus Umuarama, em Uberlândia - MG.
4.1. Obtenção e Manutenção dos Agentes Biológicos de Controle
O fungo nematófago P. lilacinus foi cedido pelo Instituto Biológico de Campinas -
SP, e o isolado de P. chlamydosporia pelo Rothamsted Research, da Inglaterra. Os
produtos comerciais Nemix e Aldicarb foram obtidos junto a um fornecedor de insumos
da empresa Sementes Farroupilha. Os inóculos fúngicos foram obtidos de repicagem
de isolados preservados em papel de filtro secos com leite em pó sendo transferidos
para placas de BDA e, depois de 11 dias, foram inoculados em arroz pré-cozido
acondicionado em sacos de polipropileno, previamente autoclavados por 40 minutos. O
produto Nemix foi preservado em câmara fria, a 3 ºC.
4.2. Obtenção dos Fungos Fitopatogênicos de solo
O fungo de solo Fusarium solani (Mart.) Sacc (sinonímia: Fusarium javanicum
Koorders) foi obtido na coleção de fungos do Laboratório de Biocontrole Farroupilha
(LBF). O isolado de Rhizoctonia solani Kuhn grupo de anastomose 1-IA (AG1-IA) foi
cedido pelo Departamento de Fitopatologia da Universidade Federal de Lavras
13
(DFP/UFLA). Os fungos foram preservados em câmara fria (3º C) em placas de Petri e,
depois de 15 dias de repicagem foram inoculados em arroz pré-cozido acondicionado
em sacos de polipropileno, previamente autoclavado por 40 minutos.
4.3. Obtenção do Inóculo de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines
O inóculo de M. incognita (Kofoid e White) Chitwood foi conseguido a partir de
população mantida em tomateiros “Santa Cruz” cultivados em casa de vegetação, em
substrato composto de solo e areia na proporção de 1:2 (v/v) previamente esterilizado
com brometo de metila. Após 60 dias, a parte aérea das plantas foi cortada, seus
sistemas radiculares cuidadosamente lavados, picados em pedaços de um centímetro e
com solução de hipoclorito de sódio na concentração de 0,5% foram triturados em
liquidificador doméstico na velocidade máxima por 15 segundos. A suspensão obtida foi
passada em peneira de 20 mesh sobreposta à peneira de 500 mesh. Os ovos retidos
nesta última peneira foram recolhidos com auxílio de pisseta contendo água destilada e
a concentração da suspensão foi padronizada em 300 ovos/mL através de câmara de
Peters em microscópio composto.
O inóculo de H. glycines usado no experimento foi obtido de plantas de soja FT-
Cristalina, cultivadas em vasos como demostra-se na (Figura 1) e (Figura 2) contendo
solo infestado com uma população de H. glycines (raça 3), proveniente de Nova Ponte -
MG. Para obtenção dos ovos, as plantas foram cuidadosamente retiradas dos vasos, as
raízes separadas e colocadas sobre peneira com malha de 0,85mm, acoplada sobre
outra peneira com malha de 0,15 mm e lavadas sob jato forte de água. As fêmeas
retidas na peneira de 0,15 mm foram transferidas para um almofariz, onde foram
esmagadas para a libertação dos ovos. Posteriormente, o material esmagado foi
passado em uma peneira de 0,15 mm, acoplada a outra com malha de 0,026mm, na
qual os ovos ficaram retidos, tendo sido recolhidos por meio de solução de sacarose
(454 g/litro de água), sendo a suspensão centrifugada a 2.400 rpm por um minuto. O
sobrenadante foi vertido em peneira de 0,026 mm e lavado para retirar o excesso de
sacarose, sendo os ovos recolhidos em suspensão aquosa em bequer de 50 mL. A
14
concentração foi determinada com o auxílio de uma câmara de Peters e ajustada para
200 ovos por mL.
Figura 1. Aspecto geral dos vasos cultivados com soja em casa de vegetação
do Laboratório de Biocontrole Farroupilha, Patos de Minas – MG, 2007.
15
Figura 2. Detalhe dos vasos cultivados com soja em casa de vegetação do Laboratório
de Biocontrole Farroupilha, Patos de Minas – MG, 2007.
16
4.4. Crescimento micelial e esporulação de Paecilomyces lilacinus e
Pochonia chlamydosporia em dois substratos
Os substratos usuais de produção massal de fungos no LBF, a saber, grãos de
milheto e grãos de arroz, foram testados para avaliação de crescimento e esporulação
dos dois fungos nematófagos utilizados no presente estudo. Os fungos foram repicados
para placas de Petri com BDA para a obtenção do inóculo, por 15 dias. Discos de
micélio de 5 mm de diâmetro retirados das bordas das placas foram adicionados em
sacos de polipropileno contendo os dois substratos. Cada saco continha 300 g de
substrato, autoclavados a 121 ºC por 40 minutos, antes da adição do fungo. Foram
utilizados 10 discos de micélio por saco, e 4 sacos de cada substrato. A avaliação da
produção de conídios foi feita pelo método de diluições sucessivas de alíquotas
coletadas nos sacos e contagem em câmara de Neubauer, efetuando-se ainda a
inspeção visual do crescimento micelial.
4.5. Patogenicidade in vitro de Paecilomyces lilacinus e Pochonia
chlamydosporia a Ovos de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines
Discos de 5 mm de diâmetro dos isolados fúngicos de P. chlamydosporia e P.
lilacinus, obtidos de cultivo puro em BDA, foram transferidos para o centro de placas de
Petri contendo meio ágar-água a 2%. A seguir foi acrescentado 1 mL de uma
suspensão concentrada contendo 100 ovos de M. incognita e H. glicines. A
determinação do parasitismo foi realizada depois de oito dias de incubação. Para tanto,
discos eqüidistantes de 9 mm de diâmetro foram retirados aleatoriamente em cada
placa e colocados em seqüência sobre uma lâmina para microscopia. Sobre os discos
foi acrescentada uma gota do corante azul de algodão em lactofenol, e em microscópio
ótico, sob aumento de 100 vezes, foi avaliada a porcentagem de ovos parasitados.
Foram feitas 4 repetições para cada fungo e cada nematóide.
17
4.6. Compatibilidade dos Fungos Nematófagos e Nemix com Agroquímicos
Utilizados na Cultura da Soja
Foram testados os seguintes produtos químicos:
a) Vitavax
®
(Thiram 200 SC – Suspensão Concentrada): fungicida para
tratamento de semente registrado no MAPA para soja composto por dois ingredientes
ativos distintos: um fungicida sistêmico (carboxina) e um fungicida de contato (tiram).
Recomendado para controle de doenças de fungos de solo de maneira geral. Dose
utilizada: 250 mL x 100 kg
-1
de sementes.
b) Cruiser
®
(Tiametoxan FS: suspensão concentrada): Inseticida sistêmico do
grupo químico dos neonicotinóides para tratamento de sementes registrado para soja.
Recomendado para cupim-de-montículo (Procornitermes triacifer), Lagarta-elasmo
(Elasmopalpus lignosellus) e mosca branca (Bemisia tabaci) raça B. Dose utilizada: 300
mL x 100 kg
-1
de sementes.
c) Maxim
®
(Fludioxonil SC – Suspensão Concentrada): Fungicida do grupo
químico dos fenilpirroles. Recomendado para Mancha Olho de Rã (Cercospora sojina),
tombamento (R. solani) e podridão-vermelha-da-raiz (F. solani). Dose utilizada: 200 mL
x 100 kg
-1
de sementes
d) Regent
®
800 (Fipronil WG – granulado dispersível). Inseticida e cupinicida do
grupo químico dos pirazóis. Registrado apenas para batata e cana-de-açúcar no
momento. Tem potencial para controle de tamanduá-da-soja (Sternechus subsignatus).
Dose utilizada: 500 g P.C x ha
-1
e) Protreat
®
(Carbendazim + Thiram – SC suspensão concentrada). Fungicida de
ação sistêmica (Carbendazim) e de contato (Tiram) do grupo químico Benzimidazol
(Carbendazim) e Dimetilditiocarbamato (Tiram), registrado e recomendado para
tratamento de sementes de soja no combate ao crestamento foliar (Cercospora
kikuchii), tombamento (Phomopsis sojae, Colletotrichum dematium), e podridão da
semente (Fusarium pallidoroseum). Dose utilizada: 200 mL x 100 kg
-1
de sementes.
f) Standak
®
(Fipronil – SC suspensão concentrada). Inseticida do grupo químico
dos pirazóis. Registrado para soja no combate a torrãozinho (Aracanthus sp.),
18
vaquinha-verde-amarela (Diabrotica speciosa), broca-do-colo (Elasmopalpus
lignosellus), coró (Phyllophaga cuyabana), tamanduá-da-soja (Sternechus subsignatus).
Dose utilizada: 250 mL x 100 kg
-1
de sementes.
Para se determinar a compatibilidade procedeu-se de acordo com metodologia
usual do LBF. Em um tubo tipo Falcom de 50 mL, foram adicionados os produtos
químicos de acordo com as doses recomendadas, às suspensões (1 x 10
7
conídios /
mL) de P. lilacinus e P. chlamydosporia. Suspensões contendo conídios de P. lilacinus
e P. chlamydosporia sem os produtos químicos foram também preparadas (controles).
No caso produtos usados no tratamento de sementes foram usadas as doses
recomendadas e o equivalente a 600 mL de suspensões de fungos (1 x 10
7
conídios /
mL) para 100 kg de sementes. Agitou-se em agitador de tubos por 5 segundos para
homogeneização das suspensões. A seguir foram espalhados 100 microlitros de cada
mistura e dos controles em placas de Petri contendo meio BDA, tendo sido feitas três
repetições. As respectivas misturas e os controles foram deixadas em temperatura
ambiente (em torno de 30 ºC) à sombra e novamente semeadas da mesma forma 3 e
12 horas após. Depois de 16 horas de incubação, aplicaram-se gotas do corante azul
de algodão em lactofenol para paralisar o desenvolvimento do tubo germinativo e o
crescimento micelial dos fungos. Foram realizadas contagens dos conídios germinados
e não germinados e transformadas em valores percentuais. Quando a germinação dos
conídios foi maior que 80% nas 3 semeaduras após 16 horas de semeadura,
considerou-se o produto como compatível.
4.7 Antagonismo de Pochonia chlamydosporia e Paecilomyces lilacinus a
Fusarium solani e Rhizoctonia solani
Em sacos de polipropileno contendo arroz autoclavado por 40 minutos a 121 ºC,
fez-se a inoculação de R. solani e F. solani com discos de micélio com 2 cm de
diâmetro, provenientes de culturas crescidas em placas de Petri com BDA. Após oito
dias colocou-se 10 gramas de arroz colonizado com F. solani (1,7 x 10
8
conídios / g) e
10 g de arroz colonizado com micélio de R. solani em vasos de argila contendo 2 litros
19
de areia e terra de horizonte C de latossolo vermelho-amarelo, na relação 3:1. Dez dias
após a inoculação nos vasos foram preparadas suspensões aquosas de conídios de P.
chlamydosporia e de P. lilacinus, ajustadas as concentrações para 1,2 x 10
7
conídios /
mL. Tratou-se 100 g de sementes de Soja variedade M-Soy 6101 com as suspensões
fúngicas, e as mesmas foram semeadas nos vasos e colocadas em casa de vegetação
em delineamento inteiramente casualizado com quatro repetições, com os seguintes
tratamentos:
a) Controle (semente não tratadas em solo estéril)
b) Sementes plantadas em solo inoculado com F. solani
c) Sementes plantadas em solo inoculado com R. solani
d) Sementes tratadas com P. lilacinus em solo estéril
e) Sementes tratadas com P. lilacinus em solo inoculado com F. solani
f) Sementes inoculadas com P. lilacinus em solo inoculado com R. solani
g) Sementes tratadas com P. chlamydosporia em solo estéril
h) Sementes tratadas com P. chlamydosporia em solo inoculado com F. solani
i) Sementes inoculadas com P. chlamydosporia em solo inoculado com R.
solani.
Foi avaliada a porcentagem de germinação aos 10 dias de plantio e a ocorrência
de tombamento Damping off, aos 30 dias.
Foram feitas quatro repetições para os nove tratamentos enumerados acima, e
para a análise estatística os dados foram submetidos à análise de variância pelo teste
F, comparando-se as médias pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade.
4.8. Potencial do Controle de Meloidogyne incognita infectando plantas de
soja em casa de vegetação
4.8.1. Tratamento de sementes
O tratamento de sementes com os fungos foi feito na dosagem de 600 mL de
suspensão para 100 kg de sementes. Para a obtenção das suspensões (1,5 x 10
8
20
conídios / g de P. chlamydosporia e 1,5 x 10
9
conídios/g de P. lilacinus, determinados
em câmara de Neubauer), o arroz colonizado foi lavado com solução de Tween 20
®
a
0,1 % usando-se o mínimo de solução possível, com vistas à obtenção da maior
concentração de conídios. No caso do NEMIX, cuja concentração foi confirmada em 3,2
x 10
9
UFC de Bacillus sp. / g, o tratamento foi feito segundo a recomendação do
fabricante para soja, com a dose de 500 g do produto para 100 kg de sementes.
4.8.2 Plantio e infestação de Meloidogyne incognita
As sementes de soja foram semeadas em vasos de argila de 4,5 L, contendo
terra do horizonte C (Latossolo vermelho-amarelo) e areia lavada de granulometria
média, na proporção de 1:2 (v/v). Esta mistura de solo/areia foi colocada em uma caixa
de fibrocimento de 500 L, coberta com lona de plástico e esterilizada com brometo de
metila, sendo retirada depois de uma semana. Após o plantio, deixou-se 1 plântula por
vaso. Para a inoculação, 15 dias após, foram abertos três orifícios com 2 cm de
profundidade e distanciados 2 cm da plântula. Nesses três orifícios foram distribuídos
10 mL da suspensão de ovos, que corresponde a 3000 ovos do nematóide para cada
plântula. Depois da adição da suspensão de ovos, os orifícios foram fechados. As
plantas foram irrigadas diariamente por 25 minutos com microaspersão e receberam
solução nutritiva em intervalos quinzenais. O ensaio foi conduzido até o estádio de
florescimento, quando foram feitas as análises, correspondendo a 35 dias após a
inoculação.
4.8.3. Aplicação em pós-emergência
Quinze dias após o plantio, concomitantemente com a infestação de M. incognita,
foi feita a aplicação dos produtos de controle em pós-emergência de soja. No caso dos
fungos, utilizou-se pulverização da suspensão de conídios, com as concentrações
supracitadas, ajustadas para uma vazão de 400 L / ha, semelhante à usada em
condições de campo, usadas nas pulverizações de produtos químicos comerciais. Para
21
o Nemix e o Aldicarb foi aplicado o equivalente a 10 kg / ha, em pulverização (Nemix) e
incorporação no solo a 2 cm de profundidade (Aldicarb). As aplicações foram feitas na
área total dos vasos (0,1 m
2
/ vaso).
4.8.4. Determinação do número de galhas, de ovos, de nematóides
juvenis de Meloidogyne incognita presentes no sistema radicular e da matéria
seca da raiz
As raízes foram separadas em pequenos fragmentos de radicelas e então
observadas ao fundo claro (folha de papel sulfite) com lupa manual, sendo as galhas
então contadas. Para a contagem de ovos as raízes foram cortadas com tesoura em
pedaços de 2 cm e então trituradas em liquidificador doméstico com velocidade máxima
por 15 segundos em uma solução 1:1 (v/v) de água sanitária comercial e água. A
suspensão foi passada em uma peneira de 20 mesh sobre outra de 500 mesh. Com
auxílio de água destilada contida em uma pisseta a suspensão foi então transferida
para um becker e em seguida para um tubo de ensaio. Após sedimentação foi retirada
uma alíquota de 5 mL do precipitado e os ovos contados em câmara de Peters
(TIHOHOD, 1993) em microscópio composto.
Para a extração de juvenis empregou-se a técnica de COOLEN & D’HERDE,
(1972), e feita a contagem também realizada no microscópio composto em câmara de
Peters. O peso da matéria seca das raízes foi determinado cortando-se as mesmas na
altura do colo e colocando-as em estufa a 60
o
C até peso constante.
4.8.5. Delineamento experimental e análise estatística
O ensaio foi conduzido no delineamento em blocos casualizados com nove
tratamentos e três repetições por tratamento. Os dados foram submetidos à análise de
variância pelo teste F, comparando-se as médias pelo teste de Tukey a 5% de
probabilidade.
22
4.9. Controle de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines com Fungos
nematófagos e Nemix em Condições de Campo
Em áreas de produção comercial de soja (Figura 3.) da empresa Sementes
Farroupilha Ltda, escolheu-se duas áreas em duas fazendas, ambas no município de
Coromandel – MG. Após o plantio comercial mecanizado convencional, esperou-se as
plântulas de soja atingirem a idade de 15 dias. Uma das áreas consistiu da demarcação
de uma reboleira causada por M. incognita, (Fazenda Rio Brilhante) e a outra, de uma
segunda reboleira onde verificou-se grande população de H. glycines, principalmente
(Fazenda São Francisco). Nas duas áreas as plântulas foram arrancadas e em seguida
foram plantadas sementes da variedade M-SOY 6101 de soja no espaçamento normal
de plantio (0,45 m X 0,066 m). O experimento foi implantado no delineamento em
blocos casualizados, com cinco tratamentos e três repetições, com cada parcela
contendo 25 m
2
(5 m x 5 m) e 11 linhas de plantio de soja. A retirada das amostras foi
feita nas duas linhas centrais de plantio, tendo sido colhidas 20 plantas por parcela,
aleatoriamente. Juntamente com a coleta de plantas procedeu-se à coleta de solo, na
profundidade de 0 a 20 cm, em 20 pontos. Retirou-se as raízes das plantas, as quais
foram incorporadas às amostras de solo homogeneizadas. Os tratamentos foram os
seguintes:
a) Aldicarb em pós-emergência
b) Nemix em tratamento de sementes e aplicação em pós-emergência
c) P. lilacinus em tratamento de sementes e aplicação em pós-emergência
d) P. chlamydosporia em tratamento de sementes e aplicação em pós
emergência
e) Testemunha absoluta
O tratamento de sementes foi efetuado como descrito no item 4.8.1. Da mesma
forma, a aplicação em pós-emergência foi realizada conforme o item 4.8.3., ou seja,
com a vazão normalmente utilizada em pulverizações de agroquímicos (400 L/ha),
neste caso utilizando-se um pulverizador costal, com as máximas concentrações de
conídios obtidas para os fungos P. chlamydosporia (1,5 x 10
8
conídios/g) e P. lilacinus
23
(1,5 x 10
9
conídios/g), e no caso de Nemix, a aplicação recomendada pelo fabricante de
500 g do produto para 100 kg de sementes (no tratamento de sementes) e de 10 Kg/ha
em pós-emergência. As aplicações em pós-emergência foram feitas aos 30 e 60 dias
após o plantio, e as avaliações aos 90 dias após o plantio (Figura 3).
Os nematóides foram extraídos das amostras de solo pelo método da flotação
centrífuga em solução de sacarose (JENKINS, 1964) e das raízes, pelo método de
COOLEN & D'HERDE (1972). A seguir, a população de nematóides nas amostras foi
estimada ao microscópio óptico composto com auxílio da câmara de contagem de
Peters (SOUTHEY, 1970), no caso da reboleira com M. incognita. Para a área com H.
glycines foi feito o mesmo procedimento para a detecção e contagem de juvenis e ovos
em solo e raízes.
Para isolamento e contagem dos cistos, utilizou-se amostras de 50 cc de solo.
Cada amostra foi colocada em um balde contendo água. Os torrões foram
desmanchados e a suspensão agitada para que os cistos fossem liberados. Em seguida
o conteúdo do balde foi vertido em duas peneiras superpostas de 60 e 100 mesh. O
resíduo da peneira de 100 mesh foi recolhido com o auxílio de uma pisseta com água,
para um erlenmeyer com capacidade para 1000 mL. Adicionou-se água ao erlenmeyer
agitando a suspensão, e depois disso deixou-se em repouso por 10 minutos, para que
os cistos flutuassem sobre a água. A parte superficial da suspensão foi vertida em
papéis de filtro dobrados sobre funis. Após a passagem da água, os papéis foram
desdobrados e colocados em placas de plástico de 15 cm de diâmetro, até secagem.
Logo após, os papéis contendo o resíduo foram analisados em microscópio
estereoscópio, utilizando um estilete de ponta fina para separar os cistos de outras
partículas e contá-los.
Para análise estatística usou-se o delineamento em blocos casualizados com
cinco tratamentos e quatro repetições, tendo sido os dados submetidos à análise de
variância pelo teste F, comparando-se as médias pelo teste de Tukey, a 5% de
probabilidade.
24
Figura 3. Aspecto geral da área experimental cultivada com soja no Município de Coromandel
– MG, 2008
.
25
4.10. Colonização de Raízes de Soja pelos Fungos Nematófagos e Nemix
Para determinação da capacidade de colonização endofítica dos fungos foi utilizada a
metodologia de ARAÚJO et al. (2002) modificada. Foram retiradas amostras de raízes de
plantas de soja com 30 dias após o plantio, cujas sementes haviam sido tratadas com
suspensões de P. chlamydosporia, P. lilacinus e Nemix, conforme item 4.8.1. As raízes foram
lavadas com sabão em água corrente e colocadas em placas de Petri contendo álcool 70%
por 30 segundos, após o que foram tratadas com hipoclorito de sódio a 1,5% por quatro
minutos, lavadas em água destilada esterilizada e colocadas para secar em papel de filtro
esterilizado. Após estes procedimentos, foram retirados fragmentos de raiz de 5 mm de
comprimento, os quais foram transferidos para placas de Petri contendo meio BDA
suplementado com o antibiótico cloranfenicol (100 mg L
-1
) e incubados em BOD à
temperatura de 25±2 ºC. Para o Nemix foi utilizado o mesmo procedimento, com a diferença
de que o meio utilizado nas placas de Petri foi o TSA (modificado): agar, 13 g; peptona, 10 g;
cloreto de sódio, 5 g; cloreto de sódio, 5 g; extrato de levedura, 5 g; MgSO
4
. 7H
2
O, 0,3;
MnSO
4
. 7H
2
O, 0,02; ZnSO
4
. 7H
2
O, 0,02; FeSO
4
. 7H
2
O, 0,02 em 1000 mL de água destilada,
sem adição de cloranfenicol. Após sete dias de incubação, para as placas do tratamento com
Nemix, foram retiradas amostras de pontos próximos às extremidades das raízes com auxílio
de alça de platina estéril e feitas observações em microscópio ótico composto para
verificação da morfologia das bactérias. No caso dos fungos foram retiradas amostras após
14 dias, quando foi verificada a esporulação, procedendo a verificação das estruturas
miceliais e dos conídios.
Cada tratamento consistiu de quatro vasos, contendo somente uma planta em cada
cada um, na casa de vegetação do LBF. Para avaliação, foi feita semeadura em quatro
pontos eqüidistantes em placas de Petri. Foram contadas o número de placas com raízes
colonizadas pelos fungos e bactérias.
26
V. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1. Crescimento Micelial e Esporulação de Paecilomyces lilacinus e
Pochonia chlamydosporia em dois substratos
O arroz mostrou-se totalmente colonizado por P. chlamydosporia e apresentou a
produção de 1 x 10
7
conídios/g, e de 2 x 10
8
con./g para P. lilacinus. Já o milheto
apresentou uma produção de 1,5 x 10
6
com./g no caso de P. chlamydosporia e de 1 x
10
7
con./g para P. lilacinus. Observou-se que os dois substratos utilizados na produção
massal do LBF apresentam potencial de uso na produção destes agentes de
biocontrole, apesar do milheto não ter sido totalmente colonizado como o arroz por P.
chlamydosporia.
De fato, arroz tem sido o substrato mais utilizado para a produção massal de
fungos em meios sólidos (ALVES, 1998). Segundo o mesmo autor, a fermentação
sólida é a forma mais comum atualmente em uso, por não necessitar de tecnologia
sofisticada como a exigida em fermentação líquida. No LBF são usados grãos de
milheto para a produção massal de Trichoderma asperellum, e este meio também
demonstrou potencial para produção dos fungos nematófagos em questão.
5.2. Colonização de Raízes de Soja pelos Fungos Nematófagos
Dentre os dois fungos utilizados, apenas P. chlamydosporia se mostrou capaz de
colonizar as raízes da soja (Figura 4). Todas as quatro placas com raízes provenientes
de sementes tratadas com o fungo apresentaram colônias de P. chlamydosporia, que
começaram a crescer a partir das extremidades dessas raízes.
27
Figura 4. Teste de clonização de raízes de plantas proveniente de sementes de soja
tratadas com Pochonia chlamydosporia, cultivadas em casa de vegetação , Patos
de Minas, 2008.
28
Como os fitonematóides geralmente atacam as raízes das plantas, a habilidade
de fungos nematófagos colonizar raízes é uma grande vantagem no combate aos
nematóides se estes fungos apresentarem bom potencial de controle (BORDALLO et
al., 2002). Segundo estes autores, a resposta das células das raízes à colonização tem
profundas implicações no desempenho destes fungos como agentes de controle, o que
foi constatado em ensaio no qual P. chlamydosporia demonstrou capacidade de
colonização de raízes de cevada e tomate.
PENSMARK & JANSSON (1997) constataram que a rizosfera de plantas de
ervilhas apresentaram maiores populações de fungos nematófagos do que solos sem
raízes e do que as rizosferas de cevada e mostarda, sugerindo a ocorrência uma certa
especificidade neste processo.
Segundo BOURNE et al. (1996) fungos nematófagos parasitas de ovos são
comumente encontrados na rizosfera de culturas comerciais. LLOPEZ-LORCA et al.
(2002) constataram a habilidade destes fungos em colonizar endofiticamente raízes de
cevada, particularmente P. chlamydosporia, fato este observado neste trabalho com as
raízes de soja.
RUMBOS & KIEWNICK (2006) testaram a persistência de P. lilacinus na
rizosfera de 12 espécies de plantas e não acharam diferenças na persistência do fungo
em solos com plantas e sem plantas após 100 dias. Porém, foi constatado que o isolado
usado nos testes (PL251) colonizou endofiticamente 5 das 10 espécies de culturas
comerciais testadas. Neste trabalho, não se observou a colonização das raízes de soja
por P. lilacinus.
5.3 Patogenicidade in vitro de Paecilomyces lilacinus e Pochonia
chlamydosporia a Ovos de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines
29
Ambos os fungos apresentaram alta patogenicidade para ovos de M. incognita e
H. glycines in vitro, o que demonstra seu potencial no controle destes nematóides. Na
média das quatro placas de cada tratamento P. chlamydosporia apresentou colonização
de 88% dos ovos no caso de M. incógnita (Figura 5) e de 91% no caso de H. glycines.
Já P. lilacinus colonizou 74% dos ovos de M. incógnita e 89% dos ovos de H. glycines.
Figura 5. Ovo de Meloidogyne incognita colonizado por Pochonia chlamydosporia
30
5.4 Compatibilidade dos Fungos Nematófagos e Nemix com Agroquímicos
Utilizados na Cultura da Soja
Apenas os inseticidas Regent e Standak se mostraram compatíveis com o fungo
P. chlamydosporia, obtendo 86% e 91% de germinação de conídios, respectivamente.
Para os outros produtos a germinação ficou abaixo de 10%. O mesmo resultado foi
também verificado para P. lilacinus em relação os produtos Regent e Standak, para os
quais se obteve 92% e 87% de germinação de conídios, respectivamente.
5.5. Antagonismo de Pochonia chlamydosporia e Paecilomyces lilacinus a
Fusarium solani e Rhizoctonia solani
Os resultados do ensaio avaliando a proteção de P. chlamydosporia e P. lilacinus
a problemas de emergência de plântulas com tombamento encontram-se nas Figuras 6
e 7.
Pelos resultados de ensaio de emergência (Figura 6) observa-se que o
tratamento de sementes com P. chlamydosporia e P. lilacinus não interferiu na
emergência das plântulas. O inóculo de R. solani no substrato também não afetou a
germinação, seja em sementes tratadas ou não com os fungos. Já o inóculo de F.
solani afetou significativamente a emergência, mas os tratamentos de sementes com os
fungos nematófagos não evitaram este efeito.
P. chlamydosporia tem sido descrito como parasita de fungos de solo parasitas
de plantas (LEINHOS & BUCKENAUER, 1992), e estudos de JACOBS et al. (2003) e
MONFORT et al. (2003) demonstraram sua capacidade de antagonismo a F.
oxysporum e R. solani. Porém neste experimento isto não ocorreu, visto que 30 dias
após o plantio tanto F. solani quanto R. solani causaram tombamento nas plantas e o
tratamento de sementes com os agentes de controle não foi eficaz, ou seja, não foi
diferente dos tratamentos sem os agentes (Figura 7).
31
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Test PL PC PL + RS PC+ RS RS FS P.L+
F.S.
PC+ FS
Tratamentos
Emergência das plântulas
A A AB
ABC
ABC
ABC
BC BC
C
Figura 6. Efeito dos fungos fitopatogênicos na emergência de plântulas de soja em solo
estéril com 10 dias de idade após tratamento de sementes com agentes de
biocontrole: PL: sementes tratadas com P. lilacinus; PC: sementes tratadas
Pochonia chlamydosporia; RS: solo inoculado com Rhizoctonia solani; FS: solo
inoculado com Fusarium solani. PL+RS: sementes tratadas com Paecilomyces
lilacinus, semeadas em solo inoculado com R. solani; PC+RS: sementes
tratadas com P. chamydosporia, semeadas em solo inoculado com R. solani;
PL+FS: sementes tratadas com P. lilacinus, semeadas em solo inoculado com
F. solani; PC+FS: sementes tratadas com P. chamydosporia, semeadas em solo
inoculado com F. solani. Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si
pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F para tratamentos: 5,09**; Desvio padrão:
0,77; C.V. (%): 9,80.
32
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
Test PL PC PL+ RS PC+ RS RS PL+ FS FS PC+FS
Tratamentos
Plantas sadias
A
B
B
B
B
B
B
A
A
Figura 7. Efeito no número de plantas sadias após 30 dias de plantio em solo estéril
provenientes de sementes de soja tratadas com agentes de biocontrole: PL:
sementes tratadas com Paecilomyces lilacinus; PC: sementes tratadas Pochonia
chlamydosporia; RS: solo inoculado com Rhizoctonia solani; FS: solo inoculado
com Fusarium solani. PL+RS: sementes tratadas com P. lilacinus, semeadas em
solo inoculado com R. solani; PC+RS: sementes tratadas com P.
chamydosporia, semeadas em solo inoculado com R. solani; PL+FS: sementes
tratadas com P. lilacinus, semeadas em solo inoculado com F. solani; PC+FS:
sementes tratadas com P.chamydosporia, semeadas em solo inoculado com F.
solani. Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de
Tukey (p < 0,05). Teste F para tratamentos: 12,86**; Desvio padrão: 1,18; C.V.
(%): 19,09.
33
5.6. Potencial do Controle de Meloidogyne incognita Infectando Plantas de
Soja em Casa de Vegetação
5.6.1 Número de galhas de Meloidogyne incognita nas raízes da soja
O número de galhas encontrado nas raízes após os tratamentos biológicos não
diferiu da testemunha com o nematóide apenas. O mesmo ocorreu em relação ao
tratamento com o produto químico que, apesar de não ter diferido da testemunha sem
infestação, também não diferiu da testemunha infestada com M. incognita (Figura 8).
Em outras culturas CABANILLAS et al. (1989) e JATALA (1985) conseguiram
redução significativa do número de galhas de M. incognita por P. lilacinus em tomateiro.
SHARMA & TRIVEDI (1989) constataram o mesmo fato em raízes da planta de
berinjela. Além disso, RODRIGUEZ-KABANA et al. (1984), em solos naturalmente
infestados por Meloidogyne arenaria conseguiram controle significativo do número de
galhas com o uso de P. lilacinus e P. chlamydosporia. No Brasil, SANTIAGO et al.
(2006), em testes com diferentes isolados de P. lilacinus, verificaram que a maioria
destes isolados promoveram a redução do número de galhas de M. paranaensis em
tomateiros. Também FREITAS et al. (1999) conseguiu redução do número de galhas de
M. javanica em tomateiro com o uso de mudas com o substrato colonizado por P.
lilacinus.
JATALA (1986) constatou, em laboratório, elevada eficácia de P. lilacinus em
infectar e destruir ovos de M. incógnita. Segundo DELEIJ et al. (1993) obtiveram mais
de 90% de redução da população de nematóides aplicando P. chlamydosporia a
campo. Formulações comerciais de ambos os fungos estão disponíveis em vários
países para controle de nematóides de galhas, porém no Brasil, apesar de algumas
empresas estarem testando estes organismos, não existe nenhum produto registrado.
34
0
2
4
6
8
10
12
TEST MEL1
NE
MI
X
T
S
PL
TS
NEMIX TS + TPE
P
C TS
+
TPE
P
C TS
PL TS +
T
P
E
A
L
DICAR
B
TE
ST
Tratamentos
Número de galhas de
Meloidogyne incognita
A
A
A
A
A
A
A
AB
B
Figura 8. Número de galhas de Meloidogyne incognita formadas nas raízes de
soja após tratamento com os agentes biológicos e o agente químico e
inoculação do parasita. TEST: testemunha sem inoculação do nematóide
e sem aplicação dos agentes de controle; TEST MEL: testemunha com
inoculação de M. incognita; PC TS: tratamento de sementes com
Pochonia chlamydosporia; PL TS tratamento de sementes com P.
lilacinus; Nemix TS: tratamento de sementes com Nemix; Nemix
TS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em pós-emergência com
Nemix; PLTS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em pós-
emergência com Paecilomyces lilacinus; Aldicarb: aplicação de Aldicarb
em pós emergência; PCTS+TPE: tratamento de sementes e aplicação
em pós-emergência com P. chlamydosporia. Médias seguidas de mesma
letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F para
blocos: 14,4**; Teste F para tratamentos: 5,5**; Desvio padrão: 2,40;
C.V. (%): 36,7.
35
5.6.2 Peso da matéria seca das raízes de soja
Os nematóides tendem a reduzir o desenvolvimento e, portanto, o peso da
matéria seca das raízes, principalmente em infestações severas (VILAS-BOAS et al.,
2002). Apenas no tratamento das sementes com P. lilacinus (PL TS) obteve-se um
peso de matéria seca significativamente maior que o obtido na testemunha inoculada
com M. incognita (Figura 9) evidenciando a ação do fungo na redução da atividade
do nematóide. Este resultado corrobora o trabalho de SANTIAGO et al. (2006), que
conseguiram maiores pesos de raízes de tomateiros tratados com alguns isolados P.
lilacinus infestados com M. paranaensis.
5.6.3. Número de ovos de Meloidogyne incognita nas raízes de soja
O tratamento das sementes de soja com ambos os fungos junto com a
aplicação dos mesmos em pós-emergência (PL TS + TPE e PC TS + TPE); PL TS:
tratamento de sementes com P. lilacinus; TPE: tratamento de sementes e aplicação
em pós-emergência com Nemix e PC TS: tratamento de sementes com P.
chlamydosporia), o tratamento das sementes apenas com Nemix (Nemix TS) e
também em pós emergência (Nemix TS + TPE), e a aplicação de Aldicarb em pós-
emergência reduziram significativamente o número de ovos de M. incognita nas
raízes de soja. Os demais tratamentos não diferiram estatísticamente. A maior
redução foi obtida no tratamento com P. chlamydosporia + pós emergência (Figura
10). Estes resultados corroboram a literatura existente a respeito dos fungos,
conhecidos ovicidas. O resultado condiz com CAMPOS & CAMPOS (1997), que
constataram redução do número de ovos por grama de raíz usando P. lilacinus e P.
chlamydosporia.
Trabalhos de JATALA et. al (1981) e SILVA et. al. (1992), também apontam P.
lilacinus como agente de grande potencial de controle de ovos de M. incognita em
condições de campo
36
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
4,0
TE
ST
PL TS
ALD
I
CA
R
B
P
C
T
S
NEMIX TS + TP
E
NEMIX TS
PL
T
S
+
T
P
E
PC
T
S
+
T
P
E
TE
S
T MEL1
Tratamentos
Peso seco das raizes (g)
BC
ABC
ABC ABC
ABC
AB
ABC
C
A
Figura 9. Peso da matéria seca das raízes de soja após tratamento com os agentes
biológicos e o agente químico, e inoculação do parasita. TEST: testemunha
sem inoculação do nematóide e sem aplicação dos agentes de controle;
TEST MEL: testemunha com inoculação de M. incognita; PC TS: tratamento
de sementes com Pochonia chlamydosporia; PL TS tratamento de sementes
com Paecilomyces lilacinus; Nemix TS: tratamento de sementes com Nemix;
Nemix TS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em pós-emergência
com Nemix; PLTS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em pós-
emergência com P. lilacinus; Aldicarb: aplicação de Aldicarb em pós
emergência; PCTS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em pós-
emergência com P. chlamydosporia. Médias seguidas de mesma letra não
diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F para blocos: 3,38**;
Teste F para tratamentos: 4,28**; Desvio padrão: 0,47; C.V. (%): 16,3.
37
0
50
100
150
200
250
300
350
400
TEST MEL
P
C
TS
P
L T
S
N
E
MIX TS
N
E
MI
X
TS
T
PE
PLTSTPE
AL
D
ICA
R
B
PCTSTPE
T
ES
T
Tratamentos
Número de ovos de
Meloidogyne incognita
/g raiz
AB
ABC
A
BC
BC
BC
CD CD
D
Figura 10. Número de ovos de Meloidogyne incognita nas raízes de soja após
tratamento com os agentes biológicos e o agente químico, e inoculação do
parasita. TEST: testemunha sem inoculação do nematóide e sem aplicação
dos agentes de controle; TEST MEL: testemunha com inoculação de M.
incognita; PC TS: tratamento de sementes com P. chlamydosporia; PL TS
tratamento de sementes com Paecilomyces lilacinus; Nemix TS: tratamento
de sementes com Nemix; Nemix TS+TPE: tratamento de sementes e
aplicação em pós-emergência com Nemix; PLTS+TPE: tratamento de
sementes e aplicação em pós-emergência com P. lilacinus; Aldicarb:
aplicação de Aldicarb em pós emergência; PCTS+TPE: tratamento de
sementes e aplicação em pós-emergência com P. chlamydosporia. Médias
seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05).
Teste F para blocos: 3,38**; Teste F para tratamentos: 4,28**; Desvio padrão:
0,47; C.V. (%): 16,3.
38
5.6.4 Número de juvenis de Meloidogyne incognita nas raízes de soja
Pelos resultados obtidos neste trabalho apenas Aldicarb proporcionou redução
no número de juvenis (Figura 11). Em outras culturas e situações, utilizando filtrados de
culturas de P. lilacinus, COSTA et al. (2000) atestam redução da motilidade, eclosão e
aumento da mortalidade de J2 de Meloidogyne incognita significativos e semelhantes à
Aldicarb. Também CAMPOS & CAMPOS (1997) constataram redução de número de
juvenis de segundo estádio de Meloidogyne sp. com aplicação de P. chlamydosporia e
P. lilacinus. MACHADO & CAMPOS (1997) conseguiram redução do número de juvenis
de M. javanica com P. lilacinus e P. chlamydosporia cultivados em diferentes
substratos, sendo os melhores resultados conseguidos com o crescimento dos fungos
em esterco bovino e farelo de arroz.
39
0
100
200
300
400
500
600
TEST MEL1
P
L TS + TPE
P
C
T
S + TP
E
PL TS
NE
MI
X TS
P
C
T
S
NEMIX TS+ TPE
A
L
DI
C
ARB
TE
S
T
Tratamentos
Número de juvenis de
Meloidogyne incognita
/g raiz
A
AB
AB AB
AB
AB
AB
C
C
Figura 11. Número de juvenis de Meloidogyne incognita nas raízes de soja após
tratamento com os agentes biológicos e o agente químico, e inoculação do
parasita em casa de vegetação. TEST: testemunha sem inoculação do nematóide
e sem aplicação dos agentes de controle; TEST MEL: testemunha com
inoculação de M. incognita; PC TS: tratamento de sementes com Pochonia
chlamydosporia; PL TS tratamento de sementes com P. lilacinus; Nemix TS:
tratamento de sementes com Nemix; Nemix TS+TPE: tratamento de sementes e
aplicação em pós-emergência com Nemix; PLTS+TPE: tratamento de sementes e
aplicação em pós-emergência com P. lilacinus; Aldicarb: aplicação de Aldicarb em
pós emergência; PCTS+TPE: tratamento de sementes e aplicação em pós-
emergência com P. chlamydosporia. Médias seguidas de mesma letra não
diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F para blocos: 0,35NS;
Teste F para tratamentos: 13,18**; Desvio padrão: 54,51; C.V. (%): 29,82.
40
5.7. Controle de Meloidogyne incognita e Heterodera glycines com Fungos
nematófagos e Nemix em Condições de Campo
5.7.1. Experimento de campo realizado com Meloidogyne incognita
(Reboleira) na Fazenda Rio Brilhante, município de Coromandel - MG)
Os resultados do número de juvenis de M. incognita / 150 cc de solo e do número
de juvenis e ovos por grama de raiz estão representados nas Figuras 12 e 13. Apenas
no tratamento com Aldicarb se observou redução na presença de juvenis no solo. Nos
tratamentos com os agentes de controle biológico não houve redução do número de
juvenis em relação à testemunha, mas também não apresentaram diferença do
tratamento com Aldicarb. Para o número de ovos e juvenis por grama de raiz os
mesmos resultados foram obtidos.
Os resultados encontrados na literatura com outras culturas divergem do
encontrado neste trabalho com raízes de soja. De acordo com KIEWNICK & SIKORA
(2006), o tratamento de solo com P. lilacinus antes do plantio reduziu o número de
galhas em 66%, o número de massas de ovos em 74% e o número de juvenis nas
raízes em 71% comparados com a testemunha. Porém para estes autores uma dose
mínima foi exigida para o controle, a qual foi, para o isolado 251 de P. lilacinus,
correspondente à concentração de 1 x 10
6
conídios por grama de solo. Da mesma
forma, LARA et al. (1996) demonstraram que P. lilacinus reduziu significativamente a
população de M. incognita no solo e nas raízes de tomateiro e aumentou a
produtividade. SIDDIQUI et al. (2000) reportaram redução de infestação de M. javanica
em tomateiro. P. chlamydosporia é um parasita facultativo de nematóides de galhas,
porém em certas situações tem promovido uma redução significativa na população
desses nematóides (DELEIJ et al., 1993; BOURNE et al. (1996). Porém estes autores
sugerem que um controle efetivo de nematóides por este fungo depende da
susceptibilidade da cultivar ao nematóide e da capacidade de P. chlamydosporia em
colonizar a rizosfera daquela espécie de planta em particular.
41
0
100
200
300
400
500
600
700
800
TEST PL PC Nemix Aldicarb
Tratamentos
Juvenis de
Meloidogyne incognita
/ 150 cc de solo
Figura 12. Número de juvenis de Meloidogyne incognita por 150 cc de solo sob cultivo
de soja após tratamento com os agentes biológicos e o agente químico em área
naturalmente infestada. TEST: testemunha sem inoculação do nematóide e sem
aplicação dos agentes de controle; PC: Pochonia chlamydosporia; PL: P.
lilacinus; Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de
Tukey (p < 0,05). Teste F: 4,97**; Desvio padrão: 148,81; C.V. (%): 32,09. PC:
Pochonia chlamydosporia; PL: Paecilomyces lilacinus; TEST: Testemunha
AB
AB
B
A
AB
42
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
TEST Nemix PL PC Aldicarb
Tratamentos
Ovos e juvenis de
Meloidogyne incognita / g de raiz
AB
B
Figura 13. Número de ovos e juvenis de Meloidogyne incognita nas raízes de soja após
tratamento com os agentes biológicos e o agente químico, em área
naturalmente infestada sob cultivo de soja. Médias seguidas de mesma letra não
diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F para blocos: 0,44NS;
Teste F para tratamentos: 4,38**; Desvio padrão: 1199,3,51; C.V. (%): 30,88.
PC; Pochonia chlamydosporia; PL; Paecilomyces lilacinus; Testemunha; TEST.
A
AB
AB
43
5.7.2. Experimento de campo realizado com Heterodera glycines
(Reboleira na Fazenda São Francisco)
Os resultados na área naturalmente infestada com H. glycines estão
representados nas Figuras 14 e 15.
Apenas no tratamento com Aldicarb houve uma redução significativa no número
de juvenis de H. glycines no solo, e do mesmo modo que no experimento realizado com
M. incógnita, o tratamento com Aldicarb não diferiu dos tratamentos com os produtos
biológicos, embora estatísticamente os mesmos não tenham diferido da testemunha.
Isto também ocorreu com o número de ovos e juvenis nas raízes. Porém no caso de
cistos presentes no solo (Figura 16), o agente mais eficaz foi P. chlamydosporia, que
diferiu significativamente de todos os demais tratamentos. Os tratamentos com P.
lilacinus e Aldicarb também reduziram o número de cistos, enquanto que Nemix não
diferiu da testemunha. Em revisão sobre o controle de nematóides por P. lilacinus
CANNAVANE & SIVAKUMAR (2001) citaram vários trabalhos nos quais é reportado o
controle do nematóide do cisto da batata Globodera rostochiensis e também de
nematóides de galhas por P. lilacinus. OLIVARES-BERNABEU & LLOPEZ-LORCA
(2002), pesquisando fungos que parasitavam ovos de H. glycines, detectaram que P.
chlamydosporia foi o parasita mais comum.
44
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
TEST Nemix PC PL Aldicarb
Tratamentos
Juvenis de Heterodera glycines
/ 150 cc de solo
AB
AB
AB
B
A
Figura 14. Número de juvenis de Heterodera glycines no solo cultivado sob soja: PC:
Pochonia chlamydosporia; PL: Paecilomyces lilacinus; TEST: Testemunha. Médias
seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste
F: 5,96**; Desvio padrão: 248,1; C.V. (%): 26,01.
45
0
50
100
150
200
250
300
350
400
TEST Nemix PL PC Aldicarb
Tratamentos
Ovos e juvenis de
Heterodera glycines
/ g de raíz
A
AB
AB
AB
B
Figura 15. Número de ovos e juvenis de Heterodera glycinis por grama de raízes de soja
em área naturalmente infestada: PC: Pochonia chlamydosporia; PL:
Paecilomyces lilacinus; TEST: Testemunha. Médias seguidas de mesma letra não
diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste F para blocos: 0,74NS;
Teste F para tratamentos: 3,98*; Desvio padrão: 50,26; C.V. (%): 19,53.
46
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
TEST Nemix PL Aldicarb PC
Tratamentos
Cistos de
Heterodera glycines
/ 50 cc de solo
A
AB
BC
BC
C
Figura 16. Número de cistos totais de Heterodera glycines no solo cultivado com soja: PC:
Pochonia chlamydosporia; PL: Paecilomyces lilacinus; TEST: Testemunha. Médias
seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (p < 0,05). Teste
F: 14,49*; Desvio padrão: 11,58; C.V. (%): 20,04.
47
VI. CONCLUSÕES
Nas condições de realização deste trabalho foi possível concluir que:
a) Os meios sólidos preparados com grãos de arroz e milheto são adequados
para a produção massal de conídios tanto de P. chlamydosporia quanto de P.
lilacinus.
b) Os isolados de P. chlamydosporia e P. lilacinus são patogênicos para ovos de
M. incognita e H. glycines.
c) Os agroquímicos se mostraram pouco seletivos aos isolados de P.
chlamydosporia e P. lilacinus, que foram compatíveis apenas com Regent e
Standak.
d) P. chlamydosporia e P. lilacinus não são eficientes para reduzir a ocorrência
de tombamento em plantas da variedade M-SOY 6101 de soja, causado por F.
solani e R. solani.
e) Em ensaios conduzidos em casa de vegetação com plantas de soja, apenas
Aldicarb foi eficiente na redução do número de ovos e juvenis de M. incognita. P.
lilacinus favoreceu a manutenção do peso da matéria seca das plantas e reduziu
o número de ovos, enquanto Nemix e P. chlamydosporia somente tiveram ação
efetiva na redução do número de ovos do nematóide.
f) Nos ensaios realizados em condições de campo, somente Aldicarb se mostrou
eficiente na redução do número de juvenis no solo e de juvenis e ovos de M.
incognita e H. glycines nas raízes de plantas de soja. P. chlamydosporia foi o
48
agente mais efetivo na redução do número de cistos de H. glycines no solo,
tendo também os tratamentos com P. lilacinus e aldicarb reduzido
significativamente estes inóculos.
49
VII. REFERÊNCIAS
AHMAD, S. F.; KHAN, T. A. Management of root-knot nematode, Meloidogyne
incognita, by integration of Paecilomyces lilacinus with organic materials in Chilli.
Archives of Phytopathology and Plant Protection, London, v. 37, p. 35-40, 2004.
AHREN, D.; TUNLID, A. Evolution of parasitism in nematode-trapping fungi. Journal of
Nematology, Hanover, v. 35, p. 194-197, 2003.
ALMEIDA, A. M. R. Observação de resistência parcial a Septoria glycines em soja.
Fitopatologia Brasileira, Brasília, v. 26, n. 2, p. 214-216, 2001.
ALVES, F.R.; CAMPOS, V.P. Efeitos da temperatura sobre a atividade de fungos no
controle biológico de Meloidogyne javanica e Meloidogyne incognita raça 3. Ciência
Agrotécnica, Lavras, v. .27, n.1, p. 91-97, jan./fev., 2003.
ALVES, S. B. Ed. Controle Microbiano de Insetos. Piracicaba: FEALQ, 1163 p., 1998.
ARAÚJO, F. F.; SILVA, J.F.V.; ARAÚJO, A. S. F. Influência de Bacillus subtilis na
eclosão, orientação e infecção de Heterodera glycines em soja. Ciência Rural, Santa
Maria, v.32, n.2, p.197-202, 2002.
ARAUJO, W. L.; LIMA, A. O. S.; AZEVEDO, J. L.; MARCON, J.; KUBLINCKY-SOBRAL,
J.; LACAVA, P. T. Manual: isolamento de microrganismos endofíticos. Piracicaba:
Calq, 2002, 86p.
ATKINS, S.D.; HIDALGO-DIAZ, L.; KALISZ. H.; MAUCHLINE, T. H.; HIRSCH, P. R.;
KERRY, B. R. Development of a new management strategy for the control of root-knot
50
nematodes (Meloidogyne spp.) in organic vegetable production. Pest Management
Science, Brighton, v. 59, p. 183-189, 2003.
AZEVEDO, J. L. Microorganismos endofíticos. In: Melo, I. S. & Azevedo, J. L. (Eds).
Ecologia Microbiana. Jaguariúna: EMBRAPA, 1998. p. 117-137.
AZEVEDO, J. L.; MACCHERONI Jr., W.; PEREIRA, J. O.; ARAÚJO, W. L. Endophytic
microorganisms: A review on insect control and recent advantages on tropical plants.
Environmental Biotechnology, v. 3, n.1, 31 p., 2000.
BASSETO, M. A.; CERESINI, P. C.; VALÉRIO FILHO, W. V. Severidade da mela da
soja causada por Rhizoctonia solani AG-1 IA em função de doses de potássio. Summa
Phytopathologica, Jaboticabal, v. 33, n .1, p. 56-62, 2007.
BARKER, K. R.; KOENNING, S. R. Developing sustainable systems for nematode
management. Annal Review of Phytopathology, Palo Alto, v. 36, p. 165-205, 1998.
BARRON, G. L. The nematode destroying fungi. Ghelph: Canadian Biological
Publications Ltda, 1977, 140p.
BENZ, G. Environment. In. FUXA, R.; TANADA, Y. (Eds.). Epizootiology of insect
diseases. New York: Wiley, 1987. p.177-214.
BETTIOL, W., KIMATI, H. Efeito de Bacillus subtilis sobre Pyricularia oryzae agente
causal de bruzone do arroz. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v.25, p.1165-
1174, 1990.
BONANTS, P. J. M.; FITTERS, P. F. L.; DEN BELDER, E.; WAALWIJIK, C.;
HENFLING, J. W. D. M. A basic serine protease from Paecilomyces lilacinus with
biological activity against Meloidogyne hapla eggs. Microbiology, Dublin, v. 141, p.
775-784, 1995.
51
BORDALLO, J. J.; LOPEZ-LLORCA, L. V.; JANSSON, H. B.; SALINAS, J.; ASENSIO, L.
Colonisation of plant roots by egg-parasitic and nematode-trapping fungi. New
Phytologist, v. 154, p. 491-499, 2002.
BOURNE, J. M.; KERRY, B. R.; DE LEIJ, F. A. A. M. The importance of the host plant
on the interaction between root-knot nematodes (Meloidogyne spp.) and the
nematophagous fungus Verticillium chlamydosporium Goddard. Biocontrol Science
and Technology, Lethbridge, v. 6, p. 539-548, 1996.
CABANILLAS, E.; BARKER, K. R.; NELSON, L. A. Growth of isolates of Paecilomyces
lilacinus on their efficacy in biocontrol of Meloidogyne incognita on tomato. Journal of
Nematology, Hanover, v. 21, n. 2, p. 164-172, 1989.
CAMPOS, V. P. Perspectivas do controle biológico de fitonematóides. Informe
Agropecuário, Belo Horizonte, v. 16, p. 26-30, 1992.
CAMPOS, H. D.; CAMPOS, V. P. Efeito da época e forma de aplicação dos fungos
Arthrobotrys conoides, Arthrobotrys musiformis, Paecilomyces lilacinus, e Verticillium
chlamydosporium no controle de Meloidogyne exigua do cafeeiro. Fitopatologia.
Brasileira, Brasília, v. 22, n. 3, p. 261-265, 1997.
CANNAYANE, I.; SIVAKUMAR, C. V. Nematode egg-parasitic fungus: Paecilomyces
lilacinus – A review. Agric. Rev., v. 22, p. 79-86, 2001.
CARNEIRO, R. M. D. G.; GOMES, C. B. Metodologia e testes de patogenicidade de
Paecilomyces lilacinus e P. fumosoroseus em ovos de Meloidogyne javanica.
Nematologia Brasileira, Piracicaba, v. 17, p. 66-75, 1993.
52
CHEN, S. Y.; DICKSON, D. W.; MITCHELL, D. J. Population development of
Heterodera glycines in response to mycroflora in soil from Florida. Biological Control,
v. 6, p. 226-231, 2004.
COOLEN, W. A., D’HERDE, C. J. A method for the quantitative extraction of nematodes
from plant tissue. Ghent: State Agriculture Research Center, 1972, 77p.
COSTA, M. J. N.; CAMPOS, V. P.; PFENNING, L. H.; OLIVEIRA, D. F. Filtrados de
culturas fúngicas com ação antagonista a Meloidogyne incognita (Kofoid & White)
Chitwood In: Congresso brasileiro de fitopatologia, p. 23; 2000.
D’ANGIERI FILHO, C.; CAMPOS, V. P. Controle de Meloidogyne javanica em jaborandi
(Pilocarpus microphyllus) com Arthrobotrys conoides, Paecilomyces lilacinus e
Verticillium chlamydosporium. Nematologia Brasileira, Piracicaba, v. 21, p. 23-29,
1997.
DELEIJ, F. A. A. M.; DENNEHY, J. A.; KERRY, B. R. Effect of watering os the
distribuition of Verticillium chlamydosporium in soil and the colonization of egg masses
of Meloidogyne incognita by the fungus. Nematologica, Leithen, v. 39, p. 250-265,
1993.
DOMSCH, K. H.; GAMS, W.; ANDERSON, T. H. Compendium of Soil Fungi I. London:
Academic Press, 1980, 1.264 p.
DONG, L. Q.; ZHANG, K. Q. Microbial control of plant-parasitic nematodes: a five-party
interaction. Plant Soil, v. 288, p. 31-45, 2006.
DUARTE, A.; MENENDEZ, J. M.; TRIGUEIRO, N. Estudio preliminar sobre la
compatibilidad de Metarhizium anisopliae com algunos plaguicidas quimicos. Rev.
Baracoa, La Habana, v. 22, p. 31-39, 1992.
53
EHTESHAMUL, H. S.; ZAKI, M. J.; ABID, M.; GHAFFAR, A. Use of Verticillium
chlamydosporium in the biological control of root-rot disease of chickpea. Pakistan
Journal of Botany, v. 26, p. 229-233, 1994.
ESSER, R. P.; EL-GHOLL, N. E. Paecilomyces lilacinus, a fungus that parasitizes
nematode eggs. Fla. Dept. Agriculture & Consumer Service (Nematology Circular,
203). 3 p. 1993.
FREIRE, F. C. O.; BRIDGE, J. Parasitism of eggs, females and juveniles of Meloidogyne
incognita by Paecilomyces lilacinus and Verticillium chlamydosporium. Fitopatologia
Brasileira, Brasília, v. 10, n. 3, p. 577-596, 1985.
FREITAS, L. G.; FERRAZ, S.; ALMEIDA, A. M. S. Controle de Meloidogyne javanica em
tomateiro pela produção de mudas de tomateiro em substrato infestado com
Paecilomyces lilacinus. Nematologia. Brasileira, Piracicaba, v. 23, n. 1, p. 65-73, 1999.
FRONZA, V. Genética da reação da soja a Fusarium solani f.sp. glycines. Tese
(Doutorado em Agronomia). Escola Superior de Agricultura Luis de Queiroz, Piracicaba,
2003, 154p.
GARCIA, L.; BULNES, C.; MELCHOR, G.; VEGA, G.; MIRANDA, I.; MONTES DE OCA,
N.; HIDALGO, L.; MARRERO, E. Safety of Pochonia chlamydosporia var. catenulata in
acute oral and dermal toxicity/pathogenicity evaluations in rats and rabbits. Vet. Hum.
Toxicol., v. 46, p. 248-250, 2004.
GASPARD, J. T.; MANKAU, R. Nematophagous fungi associated with Tylenchulus
semipenetrans and the citrus rhizospherre. Nematologica, Leithen, v. 32, p. 359-363,
1986.
54
GAZZONI, D. L., YORINORI, J. T. Manual de identificação de pragas e doenças da
soja. Brasília: Embrapa, SPI, 128 p. 1995
GOETTEL, M. S.; HAJEK, A. E.; SIEGEL, J. P.; EVANS, H. C. Safety of fungal
biocontrol agents. In: BUTT, T. M.; JACKSON, C.; MAGAN, N. Fungal as biocontrol
agents: problems, progress and potential. United Kingdom: CABI Publishing, 2001,
cap. 13, p. 347-376.
HALLMANN, J., FAUPEL, A., KRECHEL, A., SIKORA, R. A., BERG, G. Endophytic
bacteria and biological control of nematodes Münster, Bulletin OILB/SROP, v. 27, n. 1,
p. 83-94, 2004.
JACOBS,
H.;
GRAY,
S.
N.;
CRUMP,
D.
H.
Interactions between nematophagous fungi
and consequences for their potential as biological agents for the control of potato cyst
nematodes. Mycological Research, Amsterdam, v. 107, p. 47-56, 2003.
JANSSON, H-B.; TUNLID, A.; NORDBRING-HERTZ, B. Biological control: Nematodes.
In: ANKE, T. Ed. Fungal Biotechnology. Weinheim: Chapman and Hall, p. 38-50,
1997.
JATALA, P.; KAELTENBACH, M.; BOCANGEL, D. A. J. Field application of
Paecilomyces lilacinus for controlling Meloidogyne incognita on potatoes. Journal of
Nematology, DeLeon Springs, v. 12, p. 226-227, 1980.
JATALA, P. Biological control of nematodes. In: SASSER, J.N.; CARTER, E.C. An
Advanced treatise on Meloidogyne. North Carolina: North Carolina State University,
1985. p. 303-308.
JATALA, P. Biological control of plant-parasitic nematodes. Annual Review
Phytopathology, Palo Alto, v. 24, p. 453-489, 1986.
55
JATALA. P.; SALAS, R.; BOCANGEL, M. Multiple application and long-term effect of
Paecilomyces lilacinus in controlling Meloidogyne incognita under field condition.
Journal of Nematology, DeLeon Springs, v. 13, n. 4, p. 445-, 1981.
JENKINS, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from
soil. Plant Disease Reporter, Sant Paul, v. 48, p. 629, 1964.
KERRY, B. R.; CRUMP, D. H.; MULLEN, L. A. Studies of the cereal cyst-nematode
Heterodera avenae under continuous cereals, 1975-1978. II. Fungal parasitism of
nematode eggs and females. Annals of Applied Biology, Camberra, v. 100, p. 489-
499, 1982.
KERRY, B. R. Biological control In R. H. Brown & B. R. Kerry, eds. 92 Biological
control of nematodes: prospects and opportunities Principles and practice of
nematode control in crops, p. 233-263. Sydney: Australia, Academic Press, 1987.
KERRY, B. R.; HIDALGO-DIAZ, L. Application of Pochonia chlamydosporia in the
integrated control of root-knot nematodes on organically grown vegetable crops in Cuba.
In: Sikora, R. A.; GOWEN, S.; HAUSCHILD, R.; KIEWNICK, S. Eds. Multitrophic
interactions in soil. IOBC/WPRS Bulletin. v. 27, p. 123-126, 2004.
KIEWNICK, S.; SIKORA, R. A. Biological control of the root-knot nematode Meloidogyne
incognita by Paecilomyces lilacinus strain 251. Biological Control, v. 38, p. 179-187,
2006.
KIMPINSKI, J., STURZ, A. V. Managing crop root zone ecosystems for prevention of
harmful and encouragement of beneficial nematodes. Soil Till Res., v. 72, p. 213-221,
2003.
56
KREBS, B., JUNGE, H., OCKHARDT, A. Bacillus subtilis: an effective biocontrol agent.
Pesticides Sciences, v.37, p.427-429, 1993.
LARA, J.; ACOSTA, N.; BETANCOURT, C.; VINCENTE, N.; RODRÍGUEZ, R. Biological
control of Meloidogyne incognita in tomato in Puerto Rico. Nematropica, Auburn, v. 26,
p. 143-152, 1996.
LEINHOS, G. M. E.; BUCHENAUER, H. Inhibition of rust deseases os cereals by
metabolic products of Verticillium chlamydosporium. Journal of Phytopathology, v.
136, p. 177-193, 1992.
LLOPEZ-LORCA, L. V.; BORDALLO, J. J.; SALINAS, J.; MONFORT, E.; LÓPEZ, M. L.
Use of light and scannig electron microscopy to examine colonisation of barley
rhizosphere by nematophagous fungus Verticillium chlamydosporium. Micron, v. 33, p.
61-67, 2002.
LIU, X. Z.; SUN, M. H.; GUO, R.J.; ZHANG, Y. Q.; XIE, Y. Q. QIU, W. F. Biological
control of the soybena cyst nematode in china. Journal of Nematology, Hanover, v. 23,
p. 275-282, 1996.
MACHADO, V. O. F.; CAMPOS, V. P. Cultivo de fungos antagonistas em diferentes
substratos e avaliação da eficiência no controle de Meloidogyne javanica Fitopatologia.
Brasileira, v. 33, n. 3, p. 387-391, 1997.
MAPA, 2008. Disponível em: (http: //www.agricultura.gov.br). Acesso em: janeiro de
2008.
MONFORT, E.; LLOPEZ-LORCA, L.V.; JANSSON, H-B.; SALINAS, J.; PARK, J. O.;
SIVASITHAMPARAM, K. Colonisation of seminal roots of wheat and barley by egg-
parasitic nematophagous fungi and their effects on Gaeumannomyces graminis var.
57
tritici and development of root-rot. Soil Biology and Biochemistry, United Kingdom, v.
37, p. 1229-1235, 2005
MONFORT 2003 CITAR???.
MORGAN-JONES, G.; WHITE, J. F.; RODRIGUEZ-KABANA, R. Phytonematode
pathology: ultrastrutural Studies. Parasitismo Meloidogyne arenaria eggs by Verticillium
chlamydosporium. Nematropica, Auburn, v. 13, p. 245-260, 1983.
NEVES, P. M .O. J. Compatibility of entomopathogenic fungi with neonicotinoid
insecticides. Neotropical Entomology, Londrina, v.30, p.263-268, 2001
NORONHA, M.A., MICHEREFF, S.J., MARIANO, R.L.R. Efeito do tratamento de
sementes de caupi com Bacillus subtilis no controle de Rhizoctonia solani.
Fitopatologia Brasileira, Brasília, v. 20, n. 2, p.174-178, 1995
OLIVARES-BERNABEU, C. M.; LÓPEZ-LLORCA, L. V. Fungal egg-parasites of plant-
parasitic nematodes from Spanish soils. Rev Iberoam Micol, v. 19, p. 104-110, 2002.
PENSMARK, L.; JANSSON, H-B. Nematophagous fungi in the rhizosphere of
agricultural crops. FEMS Microbiology Ecology, v. 22, p. 303-312, 1997.
PENSMARK, L.; MARBAN-MENDOZA, N.; JANSSON, H-B. Nematophagous fungi from
agricultural soils of Central America. Nematropica, v. 2, p. 117-124, 1995.
PETERSON, E. A.; KATZNELSON, H. Studies on the relationships between nematodes
and other soil microorganisms. Canadian Journal of Microbiology, Ottawa, v. 11, p.
491-495, 1965.
RIBEIRO, R. C. F.; CAMPOS, V. P. Controle de Meloidogyne javanica com fungos
parasitas de ovos. Nematologia Brasileira, Piracicaba, v. 17, p. 193-202, 1993.
58
RODRIGUEZ-KÁBANA, R.; MORGAN-JONES, G.; GODOY, G.; GINTIS, B. O.
Efectiveness of species of Giocladium, Paecilomyces and Verticillium for control of
Meloidogyne arenaria in field soil. Nematropica, Florida, v. 14, p. 155-170, 1984.
RUMBOS, C. I.; KIEWNICK, S. Effect of plant species on persistence of Paecilomyces
lilacinus strain 251 in soil and root colonization by the fungus. Plant and Soil, v. 283, p.
25-31, 2006.
SANTIAGO, D. C.; HOMECHIN, M.; SILVA, J. F. V.; RIBEIRO, E. R.; GOMES, B. C.;
SANTORO, P. H. Seleção de isolados de Paecilomyces lilacinus (Thom.) Samson para
controle de Meloidogyne paranaensis em tomateiro. Ciência Rural, Santa Maria, v. 36,
n. 4, 2006.
SASSER, J. N.; FRECKMAN, D. W. A word perspective on nematology: The role of
society. In: VEECH, A. J.; DICKSON, W. D. Vistas on Nematology. Deleon Springs, FI:
Society of Nematologists Inc., 1987, p. 7-14.
SHARMA, R. D, GOMES, A. C. Controle biológico de Meloidogyne arenaria com
Pausteria penetrans. Nematologia Brasileira, Piracicaba, v. 23, n. 1, p. 47-52, 1999.
SHARMA, A.; TRIVEDI, P. C. Influence of inoculum levels of fungus Paecilomyces
lilacinus (Thom) Samson on tha biocontrol of root-knot nematode, Meloidogyne
incognita (Chitwood). Raleigh, International Nematological Network Newsletters, v.
6, n. 2, p. 27-29, 1989.
SIDDIQUI, Z. A.; QURESHI, S. A.; SULTANA, V.; EHTESHAMUL-HAQUE, S.;
GHAFFAR, A. Biological Control of rot-root knot disease complex of tomato. Plant Soil,
v. 227, p. 163-169, 2000.
59
SIKORA, R. A.; PADGHAM, J. L. Biological control potential and modes of action of
Bacillus megaterium against Meloidogyne graminicola on rice. Crop Protection, v. 26,
p. 971-977, 2007.
SIKORA, R. A. Management of the antagonistic potential in agricultural ecosystems for
the biological control of plant-parasitic nematodes. Annual Review of Phytopathology,
Palo Alto, v. 30, p. 245-270, 1992.
SILVA, J. A. L.; NETO, L. M. O.; EULÁLIA MARIA SOUSA, E. M. CARVALHO, E. M. S.
Levantamento da ocorrência do nematóide de cistos da soja (Heterodera glycines) em
áreas de cultivo de soja (Glycine max) no cerrado do Piauí. Universidade Federal do
Piauí, Pró-reitoria de extensão, Centro de Ciências Agrárias. Comunicado Técnico, n.
6, p. 1-4, 2006.
SILVA, J. F. V.; PIZA, S. M. T.; CARNEIRO, R. G. D. Ocorrência de Paecilomyces
lilacinus parasitando ovos de Meloidogyne incognita em amora no noroeste do Paraná.
Nematologia Brasileira, Piracicaba, v. 16, n. 1-2, p. 74-76, 1992.
SOARES, P. L. M. Estudo do controle biológico de fitonematóides com fungos
nematófagos. 2006. Tese (Doutorado em Agronomia) – Universidade Estadual
Paulista, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, Jaboticabal, 2006.
SOUTHEY, J. F. Laboratory methods for work with plant and soil nematodes. (5
ed.). London: Minist. Agric. Fisch. FD.; 1970. 148 p. (Bulletin 2).
STIRLING, G. R. Biological control of plant parasitic nematodes: progress,
problems and prospects. Wallingford, UK: CAB International, Wallingford, 1991, 282p.
TIHOHOD, D. Nematologia agrícola aplicada. 2 ed. Jaboticabal: Funep, 2000, 473p.
60
TIHOHOD, D. Nematologia agrícola aplicada. Jaboticabal: FUNEP, 1993, 372p
VILAS-BOAS, L. C.; TENENTE, R. C. V.; GONZAGA, V.; NETO, S. P. S.; ROCHA, H. S.
Reação de clones de bananeira (Musa spp.) ao nematóide Meloidogyne incognita
(Kofoid & White, 1919) Chitwood, 1949, Raça 2. Revista Brasileira de. Fruticultura, v.
24, n. 3, Jaboticabal, 2002.
VILLANUEVA, L. M.; DAVIDE, R. G. Effects of fungicides, nematicidas and herbicides
on the growth of nematophagous fungi Paecilomyces lilacinus and Arthrobotrys
cladodes. Phil. Phytopathology, v. 19, p. 24-27, 1983.
WANG, C. J.; SONG, C. Y.; ZHANG, X. D.; XIE, Y. Q.; LIU, X. Z.; WANG, M. Z.
Sustainable control efficacy of Paecilomyces lilacinus against Heterodera glycines.
Chinese Journal of Biological Control, v. 13, p. 26-28, 1997.
WARRIOR, P., REHBERGER, L. A., BEACU, M., GRAU, P. A., KIRFMAN, G. W.,
CONLEY, J. M. Commercial development and introduction of DiTeraTM, a new
nematicide. Pesticide Science, v. 55, p. 376-379, 1999.
WRATHER, J. A. Biology and Management of the soybean cyst nematode. St. Paul:
APS Pres., 1992.
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