( PDF ) Atividade Antitumoal in vitro e in vivo das fisalinas B e D isoladas da Physalis angulata Lin

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ

FACULDADE DE MEDICINA

DEPARTAMENTO DE FISIOLOGIA E FARMACOLOGIA

HEMERSON IURY FERREIRA MAGALHÃES

ATIVIDADE ANTITUMORAL (IN VITRO e IN VIVO) DAS FISALINAS ISOLADAS DE

PHYSALIS ANGULATA LIN.

FORTALEZA

2005

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HEMERSON IURY FERREIRA MAGALHÃES

ATIVIDADE ANTITUMORAL (IN VITRO E IN VIVO) DAS FISALINAS ISOLADAS DE

PHYSALIS ANGULATA LIN.

Dissertação submetida à Coordenação do Curso de Pós-

Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia e

Farmacologia da Universidade Federal do Ceará como requisito

parcial para a obtenção do título de Mestre em Farmacologia.

Orientadora:

Prof

Cláudia do Ó Pessoa

FORTALEZA

2005

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iii

HEMERSON IURY FERREIRA MAGALHÃES

ATIVIDADE ANTITUMORAL (IN VITRO E IN VIVO) DAS FISALINAS ISOLADAS DE

PHYSALIS ANGULATA LIN.

Dissertação submetida à Coordenação do Curso de Pós-

Graduação em Farmacologia do Departamento de Fisiologia

e Farmacologia da Universidade Federal do Ceará como

requisito parcial para a obtenção do título de Mestre em

Farmacologia.

Aprovada em: 09/09/2005

BANCA EXAMINADORA

Prof

Cláudia do Ó Pessoa (Orientadora)

Universidade Federal do Ceará-UFC

Prof

. Geanne Matos de Andrade Cunha

Universidade Federal do Ceará-UFC

Prof

Letícia Veras Costa Lotufo

Universidade Federal do Ceará-UFC

Deus

À minha mãe pelo exemplo de coragem.

Aos meus pais por estarem sempre ao meu lado.

À Dra.Cláudia do Ó Pessoa por toda ajuda e paciência.

AS TRÊS ÁRVORES

Havia no alto de uma montanha três árvores que sonhavam o que seriam depois de

grandes. A primeira olhando as estrelas disse: Eu quero ser o baú mais precioso do mundo,

cheio de tesouros. A segunda, olhando o riacho suspirou: Eu quero ser um navio grande para

transportar reis e rainhas. A terceira, olhou o vale e disse: Quero ficar aqui no alto da

montanha e crescer tanto que quando me olhares ao levantarem os olhos e pensem em Deus.

Muitos anos se passaram e, certo dia, três lenhadores cortaram as árvores que

estavam ansiosas em ser transformadas naquilo que sonhavam. Mas os lenhadores não

costumavam ouvir ou entender de sonhos... Que pena...!!!

A primeira árvore acabou sendo transformada em um cocho de animais coberto de

feno. A segunda virou um simples barco de pesca, carregando pessoas e peixes todos os dias.

A terceira foi cortada em grossas vigas e colocada de lado num depósito.

Então, desiludidas e tristes, as três perguntaram: Por que isso? Entretanto, numa

bela noite, cheia de luz e estrelas, uma jovem mulher colocou seu bebê recém-nascido naquele

cocho de animais e, de repente, a primeira árvore percebeu que continha o maior tesouro do

mundo. A segunda árvore estava transportando um homem que acabou por dormir no barco

em que se transformara. E quando a tempestade quase afundou o barco, o homem levantou-se

e disse: Paz!

E num relance, a segunda árvore entendeu que estava transportando o rei do céu e

da terra. Tempos mais tarde, numa sexta feira, a terceira árvore espantou-se quando suas vigas

foram unidas em forma de cruz e um homem foi pregado nela. Logo sentiu-se horrível e cruel.

Mas logo no domingo seguinte, o mundo vibrou de alegria. E a terceira árvore percebeu que

nela havia sido pregado um homem para a salvação da humanidade, e que as pessoas sempre

se lembrariam de Deus e de seu filho ao olharem para ela.

As árvores haviam tido sonhos e desejos, mas, sua realização foi mil vezes maior

do que haviam imaginado.

vii

AGRADECIMENTOS

• A Deus, por ter-me concedido saúde e paz estando ao meu lado, mesmo nas “noites

traiçoeiras” e em todos os momentos imprescindíveis nessa maravilhosa jornada que é a

vida;

• Aos meus pais Maria da Paz e Raimundo Nonato Magalhães, os quais muito amo;

• À grande amiga e orientadora Dra. Cláudia do Ó Pessoa por ter-me aceitado e acreditado

em meu trabalho desde o início sem nenhuma restrição, sempre indicando o melhor

caminho a seguir;

• À amiga Dra. Letícia Veras Costa Lotufo pela paciência, pelo apoio científico, incentivo e

pela amizade;

• À Dra. Otília Deusdênia Loiola Pessoa pelos auxílios e colaborações desde a época da

iniciação científica no Departamento de Química Orgânica e Inorgânica, sempre disposta

a colaborar no desenvolvimento dos trabalhos executados;

• Ao Departamento de Química Orgânica e Inorgânica na pessoa dos Doutores Edilberto

Rocha Silveira e Francisco de Queiroz Monte e demais pesquisadores, colaboradores

importantes para muitos projetos desenvolvidos no Departamento de Fisiologia e

Farmacologia da UFC;

• À Maria Leopoldina Veras pela amizade (desde os tempos de UECE) e grandioso trabalho

através do isolamento das fisalinas testadas;

• Ao Dr. Manoel Odorico de Moraes pela contribuição à pesquisa no Laboratório de

Oncologia Experimental;

• À Profa. Ana Paula Negreiros, pelos esclarecimentos sobre patologia e análise

histopatológica;

• À Dra. Telma Leda Gomes de Lemos pela orientação e por ter-me concedido uma chance

de ingressar na iniciação científica e pela amizade;

• À professora Tereza Carvalho do Departamento de Farmácia pelo incentivo e exemplo de

dedicação;

viii

• Ao amigo Dr. Hélio Vitoriano Nobre Júnior, pelo companheirismo e atenção, auxiliando-

me como um irmão;

• À Dra. Maria Elisabete Amaral de Moraes, coordenadora do Programa de Pós-Graduação

em Farmacologia, pela colaboração, sempre disposta a ajudar a todos os pós-graduandos;

• As amigas Alessandra de Paula Sousa (a coxinha) e Márcia Rocha que sempre esteve

disposta a auxiliar-me em vários experimentos;

• Aos companheiros do LOE : pós-graduandos: André Viana, Bruno Coelho Cavalcanti,

Diego Wilke, Gardênia Carmen, Ivana Nogueira Dantas (pelo auxílio nas traduções),

Marne Vasconcelos (a estressada), Márcio Roberto, Patrícia Maçal, Patrícia Bonavides,

Raquel Montenegro, Raimundo Pajon, Rômulo Feio, e pela ajuda todos os dias e pela

amizade; alunos da graduação que participam das atividades do LOE: Ana Raquel,

Andrew Sá, Carla Sombra, Elthon Góes, Érika Bastos, Fernanda Castro, Hidelbrando

Filho, Juliana Régia, Marcelle Nogueira, Lícia Pachêco, Lidiane Arruda, Lorena Maria,

Michele Libério (a tipo), Nailana Cordeiro, Ryuga Tigre, Sabrina Ramos, pela amizade;

• Aos pós-graduandos Daniel Pereira Bezerra (o grande doquinha), Paula Christine

Jimenez, Paulo Michel Ferreira (o homem limão), pelo auxílio nas traduções;

• Aos amigos Pacífica Pinheiro, Adriano Cunha pela colaboração e por todo incentivo e a

todos que compõem a Unidade de Farmacologia Clínica (UNIFAC);

• Aos técnicos Silvana França, cuja dedicação é essencial para o laboratório, Fátima

Teixeira e David Gonçalves pela ajuda constante;

• À minha tia Hilnar Ferreira por todo o apoio desde meus primeiros passos na jornada do

conhecimento;

• Aos meus avós Maria das Dores e Walter Cabral (in memorian) meus sobrinhos, Lucas

Vinícius e Ley Júnior e minhas irmãs Helaine Iara e Hérica Iris pelo incentivo;

• À minha amiga e namorada Telma Alves por toda paciência e coragem;

• Às funcionárias do Departamento de Fisiologia e Farmacologia Aura Rhanes, Sílvia

Azevedo, Rose Ferreira e Irismar Ferreira, que tentam resolver ou indicar o melhor

caminho para os problemas do dia a dia;

• À FUNCAP pelo apoio concedido através da bolsa de pós-graduação;

• Às instituições: Instituto Claude Bernard, BNB, CNPq e FINEP pelo financiamento da

pesquisa no laboratório de oncologia experimental.

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO .................................................................................................. 01

1.1 Os Produtos Naturais e o Câncer.......................................................................

1.2 O Gênero Physalis............................................................................................. 05

1.2.1 Physalis angulata Lin. ...................................................................................

1.2.2 Descrição botânica de Physalis angulata Lin. ............................................... 09

1.2.3. Formação dos metabólitos secundários.......................................................... 10

1.2.4 Constituintes químicos isolados do gênero Physalis ..................................... 11

1.2.5 As fisalinas...................................................................................................... 13

1.2.6 Alguns constituintes químicos isolados do gênero Physalis .......................... 14

1.2.7 Padrões de morte celular (Apoptose e Necrose) ............................................ 16

1.2.8 O Ciclo Celular e o Câncer ............................................................................ 20

Os reguladores do ciclo celular ..................................................................... 20

A ciclina D .................................................................................................... 21

O gene p 53 ................................................................................................... 21

1.2.9 Proliferação celular x indicadores de proliferação ......................................... 21

1.2.10 Sarcoma 180 e Oncologia Experimental...................................................... 24

1.2.11 Justificativa do estudo .................................................................................. 25

2 OBJETIVOS ....................................................................................................... 26

2.1 Objetivo geral..................................................................................................... 26

2.2 Objetivos específicos ........................................................................................ 26

3 MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................. 28

3.1. Equipamentos ................................................................................................... 28

3.2 Soluções e Reagentes......................................................................................... 29

3.2.1 Modelos biológicos experimentais ................................................................. 31

3.3

Principais constituintes químicos isolados da espécie Physalis angulata Lin ............. 34

3.4 Métodos......………………………………………………………………........ 38

3.4.1 Avaliação da atividade antiproliferativa em células tumorais in vitro............ 38

3.4.2 Avaliação da atividade antimitótica em ovos do ouriço-do-mar.................... 40

3.4.3 Avaliação da atividade hemolítica em eritrócitos de camundongos

musculus Swiss........................................................................................................

3.4.4 Viabilidade celular - Exclusão por Azul de Tripan......................................... 44

3.4.5 Coloração diferencial por brometo de etídio/laranja de acridina ................... 45

3.4.6 Avaliação da atividade antitumoral (in vivo).................................................. 46

3.4.6.1 Obtenção e manutenção dos animais ......................................................... 46

3.4.6.2 Avaliação do efeito das fisalinas B e D em camundongos transplantados

com Sarcoma 180. ...................................................................................................

3.4.7 O marcador Ki-67 ......................................................................................... 48

3.4.7.1 Descrição da imunohistoquimica pelo Ki-67 ............................................ 49

3.4.8 Analise morfológica e histopatológica 50

4 RESULTADOS ................................................................................................... 52

4.1 Avaliação da citotoxicidade em células tumorais.............................................. 52

4.2 Avaliação do potencial antimitótico em ovos de ouriço do mar Lytechinus

variegatus.................................................................................................................

4.3 Avaliação da atividade hemolítica em eritrócitos de camundongos

musculus Swiss .......................................................................................................

4.4 Viabilidade celular pelo método de exclusão da coloração azul de tripan ....... 60

4.5 Avaliação do padrão de morte celular por apoptose ou necrose ....................... 63

4.6 Determinação da atividade antitumoral (in vivo)............................................... 68

4.7 Avaliação da atividade proliferativa pelo método imunohistoquímico com

Ki-67........................................................................................................................

4.8 Avaliação histopatológica de órgãos e tumor.................................................... 72

5 DISCUSSÃO ...................................................................................

6 CONCLUSÕES .................................................................................................. 89

7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................. 90

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Distribuição geográfica no Brasil de Physalis angulata Lin. 08

Figura 2 - Physalis angulata Lin. 09

Figura 3 - Estrutura básica das fisalinas 13

Figura 4 - Principais diferenças de apoptose e necrose.

(A); Características

da Necrose (B); Características da Apoptose (C).

Figura 5 - Expressão do Ki-67 e PCNA na progressão do ciclo celular 23

Figura 6 - Fotomicrografias das primeiras fases do desenvolvimento

embrionário do ouriço do mar – Lytechinus variegatus.

Figura 7 - Ação das fisalina B e D (30 µg/mL) isoladas do extrato etanólico

de Physalis angulata sobre o desenvolvimento de ovos do ouriço

do mar Lytechinus variegatus.

Figura 8 - Avaliação da viabilidade, pelo método de exclusão por azul de

tripan, em células viáveis HL-60.

Figura 9 - Avaliação da viabilidade, pelo método de exclusão por azul de

tripan, em células não viáveis HL-60.

Figura 10 - Efeito das fisalinas D (PA-1) e fisalina B (PA-2) sobre o padrão

apoptótico em cultura de células da linhagem de leucemia

promielocítica (HL-60).

Figura 11 - Efeito das fisalinas F (PA-3) e diidrofisalina B (PA-4) sobre o

padrão apoptótico em cultura de células da linhagem de

leucemia promielocítica (HL-60).

Figura 12 -

Efeito das fisalinas B (PA-2) 5,10 e 15 µg/mL (9,7, 19,6 e 29,4

µM); fisalina D (PA-1) 5,10 e 15 µg/mL (9,2, 18,4 e 27,5 µM),

doxorrubicina 0.3 µg/mL (5,5 µM) sobre o padrão apoptótico em

cultura de células da linhagem linfocítica HL-60.

Figura 13 -

Efeito das fisalinas F (PA-3) 5,10 e 15 µg/mL (9,5, 19 e 28,5

µM); 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4) 5,10 e

15 µg/mL (8.7, 17,5 e 26,2 µM), doxorrubicina 0.3 µg/mL (5,5

µM) sobre o padrão apoptótico em cultura de células da

linhagem linfocítica HL-60.

Figura 14 - Determinação do volume tumoral nos animais inoculados com o

tumor Sarcoma 180, após 7 dias de tratamento com 5-

fluorouracil (25 mg/kg), fisalina B (10 e 25 mg/kg) e fisalina D

(10 e 25mg/kg).

Figura 15 - Detecção do anticorpo Ki-67 sobre as células tumorais de

Sarcoma 180 expostos ao 5-FU, fisalina B e fisalina D (25

mg/kg/dia) durante 7 dias de tratamento.

Figura 16 - Histopatologia dos fígados dos camundongos transplantados

com células tumorais de Sarcoma 180. (A) Grupo controle; (B)

Grupo tratado com 5-FU (25 mg/kg); (C) Grupo tratado com

fisalina B (25 mg/kg); (D) Grupo tratado com fisalina D (25

mg/kg).

Figura 17 - Histopatologia de células tumorais de Sarcoma 180 removidas

no 10° dia após tratamento com 5-FU (25 mg/kg/dia), fisalina B

(25 mg/kg/dia) e fisalina D (25 mg/kg/dia).

xii

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 - Espécies do gênero Physalis com uso farmacológico.

Tabela 2 - Principais constituintes químicos encontrados na família

Solanaceae.

Tabela 3 - Diferenças básicas entre apoptose e necrose

Tabela 4 - Constituintes químicos isolados da Physalis angulata Lin. 36

Tabela 5 - Linhagens tumorais utilizadas no ensaio de citotoxicidade in

vitro

Tabela 6 - Determinação das CI

dos diferentes extratos e frações da

Physalis angulata L. em diferentes linhagens de células

tumorais humana, obtidos por regressão não-linear.

Tabela 7 - Atividade citotóxica das fisalinas B, D e F nas linhagens de

células tumorais humana. A Doxorrubicina foi usada como

controle positivo.

Tabela 8 - Atividade citotóxica das fisalinas Diidrofisalina B, fisalina

E e Diidrofisalina B

(Hidrogenada) nas linhagens de células

tumorais humana. A doxorrubicina foi usada como controle

positivo.

Tabela 9 -

Atividade antimitótica das fisalinas B (PA-2) , D (PA-1), F

(PA-3), diidrofisalina B (PA-4), fisalina E (PA-5) e

diidrofisalina B (PA-4 H

- Hidrogenada) na concentração de

100 µg/mL sobre o desenvolvimento embrionário de ovos de

ouriço do mar Lytechinus variegatus, nas fases de 1ª divisão,

3ª divisão e blástula mostrando suas CI

com seus

respectivos IC de 95% obtidos por regressão não-linear.

Tabela 10 - Determinação dos pesos dos órgãos (fígado, rins e baço) e do

percentual de inibição tumoral dos animais tratados com o 5-

Fluorouracil (25 mg/Kg) e com as fisalinas: PA-1 (10 e 25

mg/Kg) e PA-2 (10 e 25 mg/Kg), durante 7 dias

consecutivos (n = 8). (

representa p < 0,05). 60

xiii

LISTA DE FLUXOGRAMAS

Fluxograma 1 – A formação de alguns metabólitos secundários em plantas 10

Fluxograma 2 – Possíveis rotas biossintéticas para a formação das fisalinas pelas

Solanaceaes 15

Fluxograma 3 – Isolamento dos constituintes químicos da Physalis angulata Lin. 34

xiv

LISTA DE SÍMBOLOS E ABREVIATURAS

% Porcentagem

& E

Teste do qui-quadrado

µL

Microlitro

µM

Micromolar

C Graus Celsius

[ ] Concentração

< Menor que

> Maior que

AcOEt Acetato de etila

ANOVA Analisys of Variance (Análise de variância)

BrdU Bromodeoxiuridina

Concentração inibitória média

Dióxido de carbono (gás carbônico)

DAB Diaminobenzidina

DMSO Dimetilsulfóxido

DNA Ácido desoxirribonucleico

Peróxido de hidrogênio

EHPA Extrato hexânico da P. angulata L.

EEPA-H Extrato etanólico da P. angulata L. – fração hexânica

EEPA-D Extrato etanólico da P. angulata L. – fração diclorometano

EEPA-AE Extrato etanólico da P. angulata L. – fração acetato de etila

EEPA-M Extrato etanólico da P. angulata L. – fração metanólica

EEPA-Dp Extrato etanólico da P. angulata L. – precipitado da fração

diclorometano.

EEPA Extrato etanólico da P. angulata L.

CCD Cromatografia em camada delgada

EtOH Álcool etílico

g Grama

h Hora

H/E Hematoxilina/Eosina

O Água destilada

IC Intervalo de confiança

INC Instituto Nacional do Câncer

L Litro

M Molar

MeOH Álcool metílico

mg Miligrama

min Minuto

MHz Megahertz

mL Mililitro

mM Milimolar

MTT 3-(4,5-dimetiltiazol-2-tiazolil)-2,5-difenil-2H tetrazolina

bromido

nM Nanomolar

Número

PBS Phosphate buffer solution (Tampão fosfato)

pH Potencial hidrogeniônico

PI Iodeto de propídeo

q.s.p. Quantidade suficiente para

RNM Ressonância Magnética Nuclear

rpm Rotações por minuto

TBS Tris buffer solution (Tampão tris)

US-NCI United States National Cancer Institute (Instituto Nacional

do Câncer dos Estados Unidos)

x Vezes

5-FU 5-Fluorouracil

PA-1 Fisalina D

PA-2 Fisalina B

PA-3 Fisalina F

PA-4

5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina

PA-4H

5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B

PA-5 Fisalina E

Ki-67 Anticorpo de marcação de proliferação tumoral

xvi

RESUMO

MAGALHÃES, H. I. F. Potencial antitumoral (in vitro e in vivo) das physalinas B e D

isoladas de Physalis angulata Lin. 2005. 117 f. Dissertação (Mestrado) - Departamento de

Fisiologia e Farmacologia, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2005.

Physalis angulata L. (Solanaceae) é uma planta considerada daninha conhecida popularmente como

Camapu, dispersa em vários estados do Brasil e em vários continentes. O presente trabalho relata o

estudo fitoquímico dos extratos: clorofórmico e acetato de etila, oriundos do extrato etanólico das

partes aéreas de Physalis angulata L. A cromatografia em sílica gel resultou na separação de cinco

vitaesteróides (fisalinas D, B, F, 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B, E, e uma fisalina semi-

sintética denominada de

5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B). As cinco fisalinas

foram avaliadas quanto ao potencial citotóxico em 9 linhagens de células tumorais (CEM, HL-60, PC-

3, HCT-8, MDA-MB-231, MDA-MB 435, K-562, MCF-7, B-16), sobre o desenvolvimento de

embriões de ouriço do mar e quanto à sua capacidade hemolítica. A atividade antitumoral in vivo para

as fisalinas B e D foi avaliada em camundongos inoculados com o tumor sarcoma 180. As fisalinas

apresentaram uma promissora atividade citotóxica, sendo que a fisalina D foi a mais ativa sobre as

células tumorais com uma CI

< 3,0 µg/mL. As fisalinas D, B, F, 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-

diidrofisalina B, inibiram o desenvolvimento embrionário em uma concentração < 30 µg/mL,

entretanto, na 1ª. divisão e na blástula, a fisalina D (PA-1), novamente foi a mais ativa, com CI

4.786 e 5.498 µg/mL, respectivamente. Na 3ª divisão, a fisalina B (PA-2) mostrou uma CI

de 5.308

µg/mL. Nenhuma fisalina apresentou atividade hemolítica na máxima concentração testada (200

µg/mL). O estudo dos efeitos das frações sobre a viabilidade (exclusão por azul de tripan), e indução

de morte (coloração por BE/LA) nas células HL-60 demonstrou que principalmente a fisalina B e D

(10 µg/mL) foram as mais fortes indutoras do fenômeno apoptótico. Porém, fisalina D (15 µg/mL)

apresentou elevado perfil na indução de necrose celular. As fisalinas D e fisalina B nas doses de 10 e

25 mg/Kg apresentaram potencial de inibição do crescimento tumoral correspondente a 45% em

ambas as doses para a fisalina D e de 44 e

52%,

respectivamente para a fisalina B. Esta atividade

antitumoral in vivo foi relacionada à inibição da taxa de proliferação do tumor, como observado pela

marcação através do anticorpo Ki-67. A análise de histopatológica de rim e fígado mostrou que ambos

os órgãos foram moderadamente afetados após o tratamento com as fisalinas, mas de uma maneira

reversível

Palavras chave: Physalis-efeitos adversos. Physalis-toxicidade. Physalis-quimica. Ensaios de

Seleção de Medicamentos Antitumorais.

xvii

ABSTRACT

MAGALHÃES, H. I. F. M. In vitro and in vivo antitumor activity of physalins B and D

isolated from physalis angulata Lin. 2005. 117 f. (Master’s Dissertation) - Departamento de

Fisiologia e Farmacologia, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2005.

The present study describes the phytochemical analysis of the chloroform and ethyl

acetate partitions obtained from the ethanol extract of Physalis angulata L. (Solanaceae). The

sílica gel chromatography resulted on the separation of 5 whytaesteroids (physalina D, B, F,

5-α-etoxi-6-β-hidroxi-5,6-dihidrophysalin B, E and a semi-synthetic physalin named as 5-α-

etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrophysalin B). The physalins were evaluated for their

cytotoxic potentials on 9 tumor cell lines (CEM, HL-60, PC-3, HCT-8, MDA-MB-231,

MDA-MB 435, K-562, MCF-7, B-16), on the embryogenesis of sea-urchin eggs and for its

lytic capacity in erythrocytes. Antitumoral activity in vivo was observed on a mouse model

inoculated with Sarcoma 180. The physalins showed a promising cytotoxic effect, being

physalin D the most active on the cell lines (IC

< 3,0 µg/mL). The physalins D, B, F, 5-α-

etoxi-6-β-hidroxi-5, 6-dihidrophysalin B inhibited the progression of the sea-urchin embryo’s

cell cycle within a concentration under 30 µg/mL. On the 1

cleavage and blastulae stages,

physalin D showed to be the most active, with the respective IC

of 4.786 and 5.498 µg/mL.

On 3

cleavage, physalin B presented an IC

of 5.308 µg/mL. None of the physalins showed

any sings of lytic activity in concentrations as high as 200 µg/mL. The study about the

physalins effects upon cell viability (trypan blue daye) and death mechanisms on HL-60 cells

(EB/AO staining) suggests that physalins B and D were the strongest inducers of apoptosis.

Physalin D also induced cellular necrosis on a rather intense level. Physalin B, on doses of 10

and 25 mg/Kg, inhibited tumor growth on 44 e

52%,

respectively, while physalin D inhibited

tumor growth on 45% in both treatments. The antitumor activity in vivo was related to the

lowest proliferation rate, as evaluated by the Ki-67 antibody marker. The histopathological

analysis of kidney and liver suggests that those organs are affected, in a reversible manner, on

mice treated with physalins.

Keywords: Physalis angulata L. Whitaesteroids. Physalins. Antitumor.

1 INTRODUÇÃO

1.1 Os produtos naturais e o câncer

A Utilização de produtos naturais com propriedades terapêuticas é tão antiga

quanto à civilização humana e, por um longo período, minerais, vegetais e animais

constituíam as principais fontes de drogas utilizadas no tratamento de diversas enfermidades,

há pelo menos mil anos antes de Cristo, Erbes já citava em seus papiros, o uso de plantas para

o tratamento do Câncer (KINGSTON, 1996). Inúmeras plantas possuem um papel vital na

prevenção e no alívio sintomático de doenças. A origem de tal prática remonta ao surgimento

da civilização humana e é anterior aos registros escritos, com evidências documentais de que

nas antigas civilizações Egípcia e Mesopotâmica, bem como, Indiana e Chinesa; preparados

de plantas já eram utilizados como curativos há pelo menos 5.000 anos. Milênios depois o uso

de produtos naturais passou a ser compilado em respeitáveis farmacopéias, desde pelo menos,

2.000 anos a.C. (KINGSTON, 1996).

O advento da Revolução Industrial e o desenvolvimento da química orgânica,

resultaram no uso de produtos sintéticos com atividade farmacológica. A razão para isso foi

que compostos puros foram facilmente obtidos e modificações estruturais permitiram a

produção de drogas cada vez mais potentes e seguras, com a rápida ascensão econômica das

companhias farmacêuticas. Além disso, durante todo o desenvolvimento da cultura humana, o

uso de produtos naturais tinha um significado mágico-religioso e cada cultura detinha

diferentes pontos de vista em relação aos conceitos de saúde e doença. Obviamente, essa

abordagem contrariava o novo modo de vida das sociedades ocidentais industrializadas, onde

as drogas oriundas de fonte naturais eram consideradas como uma opção de tratamento tanto

para pessoas de baixa renda e pouca educação, assim como, eram consideradas superstições

religiosas sem valor farmacológico (RATES, 2001). As plantas gradualmente, vêm sendo

reconhecidas por sua extraordinária habilidade em produzir vários metabólitos secundários

(LUCKNER, 1990; CRAGG et al., 1999; MANN, 2002). Metabólitos secundários são

biosintetizados pelas plantas por diferentes razões, que incluem a regulação do crescimento

vegetal, interações inter e intra-específicas, infecções e defesa contra predadores, etc. Muito

desses metabólitos têm mostrado atividades biológicas e farmacológicas interessantes e são

usados como agentes quimio-terapêuticos e/ou servem como ponto de partida no

desenvolvimento dos fármacos (VERPOORTE, 1998). Além disso, servir de modelos para

novos compostos, através do desenho e planejamento racional de novas drogas, atuando no

desenvolvimento da síntese biomimética e na descoberta de novas propriedades terapêuticas

não atribuídas aos compostos conhecidos (HAMBURGER; HOSTETTMANN, 1991;

MANN, 2002).

Dessa forma, a fitoquímica deixou de ser o alvo e foram necessários estudos mais

abrangentes sobre a função, alvo molecular, regulação e a natureza desses produtos naturais.

A biossíntese, reconhecida de muitas classes, foi o elo de transição para o entendimento de

novos processos moleculares, levando a uma corrida vertiginosa por novos protótipos de

fármacos, gerando as já conhecidas “fábricas de descoberta de produtos bioativos”, onde

centenas de extratos poderiam ser testados em um dia. Nesse propósito, diversos grupos de

pesquisas têm feito uso de diversos programas de screening de extratos de plantas para poder

detectar metabólitos secundários com atividades biológicas relevantes (HOSTETTMANN,

1991).

A revisão publicada no Natural Products in Drug Discovery and Development

(CRAGG et al., 1997), é possível avaliar o inestimável valor que os produtos naturais

exercem no tratamento de várias doenças, especialmente no câncer e nas doenças infecciosas.

Assim, é indiscutível a importância dos vegetais como fonte para a descoberta de novas

drogas, colaborando para um dos mais antigos sonhos da humanidade, o do controle e

combate de doenças e epidemias. Historicamente, a quantidade de medicamentos a base de

produtos naturais tem aumentado a cada ano, principalmente no tocante aos princípios ativos

presente em prescrições médicas. Um estudo realizado nos Estados Unidos mostrou que nas

receitas dispensadas entre 1959 à 1980, um percentual de 25% das prescrições apresentavam

princípios ativos oriundos de plantas medicinais encontradas em 90 espécies importantes em

um ou mais países (CRAGG; NEWMAN, 1999).

No início da década de 90, o faturamento com medicamentos produzidos a base de

plantas, foi de cerca de US$ 15,5 bilhões de dólares (PEZZUTO, 1997). Já em 1999, das vinte

drogas mais vendidas, nove eram desenvolvidas ou derivadas a partir dos produtos naturais, e

o total anual de vendas foi superior a 16 bilhões de dólares (HARVEY, 2000).

A importância do câncer na área de saúde pública vem aumentando à medida que

ocorre o controle progressivo de outras doenças. Estudos realizados por PARKIN et al.

(2001), estimaram, para o ano de 2000, 5,3 milhões de novos casos em homens e 4,7 milhões

em mulheres. A incidência mundial tem atingido mais de 10 milhões de novos casos de

câncer no mundo, dentre os quais, 53% dos casos tem ocorrido nos países em

desenvolvimento (INSTITUTO NACIONAL DO CÂNCER, 2004). No Brasil, estima-se que

em 2005 surgirão mais 467.440 novos casos (BRASIL, 2005).

Porém, considerando-se grupos específicos, notadamente mulheres com idade

entre 35 e 74 anos, o câncer surge como a doença responsável pelo maior índice de

mortalidade. Segundo estatísticas apresentadas pela American Cancer Society, verificou-se

que surgiram 1,3 milhões de casos de câncer em 1997, o que correspondeu a uma morte por

minuto devido ao desenvolvimento de tumores malignos.

A importância crescente das neoplasias malignas no quadro sanitário do Brasil

tem ampliado a discussão sobre o controle desse grupo de doenças, incluindo-as como uma

das prioridades do setor de saúde. Apesar de ainda existirem áreas obscuras na compreensão

da etiologia do câncer, hoje, já se tem conhecimentos suficientes para afirmar que a

quimioterapia utilizada no tratamento do câncer é primordialmente oriunda de recursos

naturais (PINKEL, 2000; DREWS, 2000).

Ao lado da radioterapia, a quimioterapia ainda continua sendo a principal forma

de tratamento de tumores malignos. A importância da identificação de novos princípios ativos

que inibam a proliferação celular torna-se evidente diante da perspectiva de sua aplicação

terapêutica. O atual interesse na busca de novos agentes antimitóticos, por exemplo, é

conseqüência de sua importância para o tratamento de diferentes formas de tumores

malignos. Além dos esforços contínuos do US-NCI (United States National Cancer Institute -

Instituto Nacional do Câncer dos Estados Unidos) ao longo de quase quarenta anos buscando

novos agentes antitumorais de origem natural (SUFFNESS; DOUROS, 1982; CRAGG;

NEWMAN, 1999). Revisões recentes listam mais de 20 quimiotipos (substâncias de origem

natural com específica origem biogenética) distintos, que apresentam seletiva atividade

antimitótica. Podemos citar, entre outros, terpenos (taxol e derivados), alcalóides (rizoxina,

vincristina, vinblastina e derivados), peptídeos (criptoficinas e dolastatinas), lignanas

(podofilotoxinas), policetídeo (discodermolida), bem como substâncias de origem biogenética

mista (curacinas e epotilonas) (HAMELL, 1996).

Atualmente, há uma grande tendência do mercado internacional em substituir os

produtos de origem sintética por outros de origem natural, principalmente no que se refere

aos medicamentos e cosméticos. Esse fato tem estimulado freqüentemente os casos de

biopirataria praticados na Região Norte do país, levando a uma exploração e comercialização

ilegal de plantas e de material genético na Amazônia. Pois, historicamente a bioprospecção

está inserida no conflito entre os países ricos, porém pobres em biodiversidade, do

Hemisfério Norte, que buscam explorar a rica biodiversidade dos países pobres do

Hemisfério Sul, principalmente os países tropicais. Contudo, tendo conhecimento que a

composição total da biodiversidade brasileira não é conhecida e talvez nunca venha a ser, tal

a sua magnitude e complexidade, e que o território nacional na plataforma continental e nas

águas jurisdicionais brasileiras apresentam inúmeras espécies, tanto terrestres como marinhas,

ainda não identificadas no Brasil, podendo alcançar valores da ordem de dezenas de milhões,

se pode inferir sem medo, o quão relevante é conhecer as propriedades terapêuticas da nossa

biodiversidade (SANT’ANA, 2002). Deste modo, com o desenvolvimento da biotecnologia

foi possível observar a importância da diversidade da vida para o desenvolvimento dos mais

variados produtos, principalmente os farmacológicos.

Estima-se que o número total de espécies vegetais seja de 250.000 a 500.000, dos

quais apenas 5-15% foram estudados quanto à química e farmacologia de seus constituintes

(RATES, 2001; MONKS et al., 2002). Sendo assim, há um vasto potencial para descoberta de

novas drogas oriundas de fontes naturais. A seleção das espécies para estudos fitoquímicos e

farmacológicos que podem levar a descoberta de potenciais agentes terapêuticos deve partir

de dados etnofarmacológicos ou quimiossistemáticos. (MANS et al., 2000).

Plantas da família Solanaceae têm sido usadas como medicamentos desde a

antigüidade como: Mandragora officinarum e Atropa belladonna. Espécies do gênero

Physalis (Solanaceae), têm sido amplamente utilizadas na medicina popular devido as suas

propriedades anticancer, antileucêmicas, Chiang et al. (1992a, 1992b), imunomodulatórias,

Lin et al. (1992), dermatite e reumatismo, Pietro et al. (2000); Ismail e Alam (2001),

antipiréticas, antimicrobiana, Lorenzi et al. (2002), antiinflamatória, Soares et al. (2003), para

o tratamento de malária, asma e hepatite, Wu et al. (2004).

1.2 O Gênero Physalis

O taxon Physalis abrange cerca de cento e vinte (120) espécies com caracteres

principalmente herbáceos, que se distribuem pelas zonas temperadas do globo terrestre,

especialmente nas Américas Central e do Sul, cujos principais centros de diversidade

taxonômica encontram-se nos Estados Unidos e México (HAWKES et al., 1991;

TOMASSINI et al., 2000).

O nome Physalis origina-se do grego onde “physa” significa bolha ou bexiga,

referindo-se ao cálice que envolve os frutos, principal característica das plantas que compõem

este taxon (HAWKES et al., 1991).

O gênero é constituído por diversas plantas de reputado valor etnofarmacológico,

as quais são utilizadas para diversas finalidades e em vários sistemas de medicina tradicional

do mundo. Dada à importância medicinal, algumas espécies de Physalis têm sido

domesticadas, como por exemplo: P. philadelphica, P. peruviana e P. pubescens. Na Tabela

1, encontram-se listadas algumas espécies de Physalis e seus respectivos usos em medicina

popular (HAWKES et al., 1991).

Tabela 1 - Espécies do gênero Physalis com uso farmacológico

Espécies Emprego etnofarmacológico Referências

. an

ulata

No tratamento de diabetes, malária, hepatite,

doenças de pele e reumatismo. É utilizada ainda

como diurético, antiinflamatório, desinfetante,

sedativo, antifebril e antivomito.

LORENZI, 2002.

WU et al., 2004

TOMASSINI

et al., 2000.

. alkeken

Expectorante, antitussígeno, diurético e anti-

tumoral.

BASEY

et al., 1992.

. chenopodi

olia

Contra infecções gástricas e respiratórias, febres

e diabetes.

MALDONADO et

al., 2004.

. minima

Recomendada como diurético, tônico e purgativo

e no tratamento de inflamações da pele.

SINHÁ

et al., 1987.

. philadelphica

No tratamento de desordens gastrintestinais,

lepra, purificação do sangue e como um antídoto

contra veneno.

SU et al., 2002.

. pubescens

No tratamento de diabetes, malária, hepatite,

doenças de pele e reumatismo. É utilizada ainda

como diurético, antiinflamatório, desinfetante,

sedativo, antifebril e antivômito.

LORENZI, 2002.

. peruviana

Indicada no tratamento de câncer, leucemia,

malária, asma, hepatite, dermatites, reumatismo e

como um agente antimicrobiano, diurético e

antipirético.

WU et al., 2004.

1.2.1 Physalis angulata Lin.

Physalis angulata Lin. (sinonímia: Physalis dubia Link, Physalis linkiana Nees.,

Physalis ciliata Sieb. et Zucc.) é popularmente conhecida como camapum, palavra de origem

tupi que significa “estalo do peito” em virtude do som reproduzido quando estalado contra o

peito. Por ser uma planta amplamente dispersa em vários estados do Brasil, também é

conhecida por outras denominações como bucho-de-rã, joa-de-capote, camapú, camambu,

camaru, mata-fome, bate-testa, joá, juá-poca, balão-rajado e balão (LORENZI, 2002).

É uma planta anual e herbácea, cuja reprodução se dá por sementes. Nativa de

quase todo o Brasil cresce espontaneamente formando pequenas populações. É considerada

planta daninha, capaz de infestar lavouras agrícolas, pomares e terrenos baldios. Suas

sementes apresentam grande poder germinativo e seus espécimes habitam preferencialmente

solos semi-úmidos e sombreados. Seus frutos de sabor doce ou insípido são comestíveis,

sendo apreciados tanto pelo homem, especialmente aqueles que habitam as zonas rurais, como

por animais em geral (BRAGA, 1976; LORENZI, 2002).

P. angulata Lin. é, sem dúvida, a mais representativa das espécies do gênero

Physalis, considerando seu valor medicinal. Integra o elenco de plantas curativas de diversos

sistemas de medicina tradicional de varias partes do planeta, inclusive do Brasil, cujas

propriedades medicinais são amplamente difundidas, especialmente no Nordeste do Brasil e

Amazônia. Seu uso como medicinal remonta a antigas épocas, quando os índios já lançavam

mão da infusão de suas folhas com fins diuréticos. O chá da planta é recomendado na forma

de banho para o tratamento de reumatismo e males do fígado. Seus frutos são utilizados como

desobstruentes e diuréticos. As folhas são aplicadas contra inflamações da bexiga, do baço e

contra icterícia. Sendo ainda empregadas no tratamento de malária e hepatite. O suco é

considerado calmante e depurativo, sendo empregado contra reumatismo e dores do ouvido.

Algumas tribos indígenas Colombianas consideram as folhas e frutos com propriedades

narcóticas, e em uso externo, o decocto destas partes é utilizado como antiinflamatório e

desinfetante para doenças de pele em geral. No sistema de medicina tradicional do Peru, as

raízes deixadas em repouso no rum são empregadas no tratamento de diabetes (LORENZI,

2002).

Figura 1 - Distribuição geográfica no Brasil de Physalis angulata Lin.

1.2.2 Descrição botânica de Physalis angulata Lin.

Planta herbácea, glabra, ramosíssima, de caules angulosos. Folhas pecioladas,

ovado-oblongas, irregularmente serreado-denteadas. Flores solitárias, pequenas, amarelas,

sem mácula, com anteras azuladas ou violáceas. Baga globosa, amarelo-esverdeada,

envolvida completamente pelo cálice, que é ovóide, 4-anguloso, papiráceo, pendente,

lembrando pequena lanterna. Frutos doces ou insípidos, comestíveis (Figura 2).

Figura 2 - Physalis angulata Lin.

1.2.3 Formação dos metabólitos secundários

Uma das características dos seres vivos é a presença de atividade metabólica. O

metabolismo nada mais é do que o conjunto de reações químicas que ocorrem no interior das

células. No caso dos vegetais, o metabolismo costuma ser dividido em primário e secundário

(Fluxograma 1).

Fluxograma 1 - A formação de alguns metabólitos secundários em plantas.

Processo metabólico Produtos do metabolismo Metabólitos secundários

Primário do carbono primário correspondentes

Fonte: Robbers et al. (1997)

Carboidratos

Cefalosporinas

Proteínas

Fotossíntese

Glicosídeos

Polissacarídeos

complexos

Antibióticos

aminoglicosídeos

Açúcares

Glicólise

Eritrose

Fosfoenol

iruvato

Ácido chi

uímico

Piruvato

Aminoácidos aromáticos

Aminoácidos alifáticos

Alcalóides

Peptídeos

Penicilinas

Fenilpropanóides

Acetil-CoA

Ciclo dos ácidos

tricarboxílicos

Malonil-CoA

Ácidos g

(Lipíd

raxos

ios)

Gorduras e ceras

Iso

reno

Esqualeno

Esteróides

(Vitaesteróides)

Antraquinonas

Tetraciclinas

Eritromicinas

Enquanto o metabolismo primário é responsável por executar funções essenciais

dos vegetais como fotossíntese e respiração do vegetal, o metabolismo secundário origina

compostos formados a partir da interação da planta com o meio ambiente, dentre estes

compostos podem ser citados: terpenos (sesquiterpenos como os vitaesteróides), compostos

fenólicos e alcalóides (SIMÕES et al., 2002).

1.2.4 Constituintes químicos isolados do gênero Physalis

Os vitaesteróides constituem uma classe de compostos químicos bioativos

denominados lactonas esteróidais (C-

) naturais, que reproduzem o esqueleto intacto ou

modificado do ergostano. Estes metabólitos secundários geralmente contêm ligação dupla e

na grande maioria são polioxigenados (Figura 2). Estas peculiaridades conduzem a várias

modificações da cadeia carbocíclica, bem como da cadeia lateral, resultando em compostos de

exóticas e complexas feições estruturais. Como resultado desta diversidade estrutural, os

vitaesteróides foram subdivididos em seis grupos principais: vitanolídos (I), vitafisalinas (II),

fisalinas (III), acnistinas (IV), ixocarpalactonas (V) e perulactonas (VI), os quais podem

apresentar os anéis A ou D aromatizados (Tabela 2).

Os vitanolídos são os mais abundantes e são considerados os precursores dos

grupos III - IV. Doze membros da família Solanaceae são as principais fontes destes

compostos: Acnistus, Datura, Deprea, Iochroma, Jaborosa, Lycium, Nicanda, Salpichroa,

Tubocapsicum, Witheringia, Withania e Physalis. Sendo os dois últimos gêneros os maiores

biosintetizadores destes produtos naturais. Entretanto, é importante ressaltar que os

vitaesteróides são também produzidos por alguns membros das famílias Taccaceae e

Leguminosae, e a partir de alguns organismos marinhos (CÁRDENAS et al., 1994; VERAS et

al., 2004).

Tabela 2 – Principais constituintes químicos encontrados na família Solanaceae

Vitanolídos

Vitafisalinas

Fisalinas

Acnistinas

Ixocarplactonas

Principais grupos de vitaesteróides

Perulactonas

Vitanolído (I)

Vitafisalina (II)

Fisalina (III)

Acnistina (IV)

Isocarpalactona (V)

Perulactona (VI)

Fonte: Tomassini et al. (2000)

1.2.5 As fisalinas

São vitaesteróides encontrados no gênero Physalis. Quimicamente são

denominadas de lactonas sesquiterpênicas esteroidais. Constituem-se como moléculas de

estruturas bastante complexa, pois além da lactona apresentam uma outra γ lactona fundida ao

anel D. São derivados esteroidais do tipo 13,14 – seco 16,24 ciclo ergostano, carbonilados em

C -15.

14 15

Figura 3 – Estrutura básica das fisalinas

1.2.6 Alguns constituintes químicos obtidos do gênero Physalis

Como conseqüência da importância etnofarmacológica conferida por algumas

espécies de Physalis, várias delas têm sido investigadas quimicamente, tendo sido isolados

flavonóides, alcalóides, esteróides e ceramidas (BASEY et al., 1992; ISMAIL et al., 2001; SU

et al., 2002). No entanto, um grupo de metabólitos secundários majoritários caracterizados

como vitaesteróides, tem sido encontrado em raízes e folhas da P. angulata Lin. sendo

denominadas de fisalinas (SOARES et al., 2003).

Os vitaesteróides, como por exemplo as fisalinas podem ser originados nas plantas

do gênero Physalis a partir de reações de oxidação e/ou hidratação que ocorreriam na própria

planta. Segundo ROW et al. (1980), as plantas do gênero Physalis são promotoras de algumas

possíveis rotas boissintéticas, as quais seriam responsáveis pela formação de alguns

metabólitos secundários, dentre eles as fisalinas como: fisalina F, J, E, I, D, além de outros

componentes (fluxograma 2).

Muitas fisalinas tem sido descritas como substâncias potencialmente citotóxicas e

a elucidação de suas estruturas tem contribuído bastante para o conhecimento das

propriedades farmacológicas como a fisalina L a qual foi descrita por SEN et al. (1995),

porém, somente foi definida por ROW et al. (1995). (fluxograma 2).

Fluxograma 2 – Possíveis rotas boissintéticas para a formação das fisalinas pelas

Solanaceaes.

[O] [O] [O]+ H

Fisalina E

Fisalina J

Fisalina L

Fisalina F

Fisalina D

Fisalina B

Fonte: Adaptado de Row et al. (1980)

1.2.7 Padrões de morte celular (Apoptose e Necrose)

Apoptose é um fenômeno singular no qual milhões de células do nosso organismo

morrem a todo o momento. De acordo com pesquisas, há indicadores de que a saúde de todos

os organismos multicelulares, incluindo os seres humanos, depende não somente da

capacidade do corpo de produzir novas células, mas também da capacidade de cada célula se

autodestruir quando tornam-se enfermas. John Kerr, Andrex Wylie e Alaister Currie, autores

que introduziram o termo em 1972, adotaram a palavra grega apoptosis para designar esse

tipo de morte celular, com significado de “decaimento”, como o fenômeno que ocorre na

queda das pétalas de uma rosa ou das folhas de uma árvore (DUKE et al., 1996).

A morte celular programada ou apoptose é um mecanismo controlado

geneticamente, o qual possui um importante papel na homeostase celular (WU et al., 2004). O

fenômeno apoptótico é desencadeado por vários fatores, porém o início do processo ocorre a

partir da liberação do citocromo c; o qual pode ser encontrado comumente nas membranas

internas e externas da mitocôndria. Após um estímulo apoptótico, o citocromo c é liberado

para citossol onde atuará como um dos principais ativadores, induzindo a atividade

proteolítica da caspase 3 por ativação da caspase 9. Neste mecanismo, o citocromo c forma

um complexo com duas proteínas citossólicas, Apaf-1 e Apaf-3 (apoptotic protease-

activating factor), e o complexo formado ativa a caspase 3, que fatalmente, culminará com

apoptose. Os oncogenes Bcl-xL e Bcl-2 encontram-se na membrana externa da mitocôndria

para suprimir a apoptose bloqueando a liberação do citocromo c e ligando-se a Apaf-1 para

prevenir a ativação da caspase 9 (EVAN, 2001).

Na via mitocondrial são descritos outros fatores de promoção de morte, incluindo,

AIF (apoptotic initiating factor), SMAC (second mitochondria-derived activator of caspases)

também conhecida por DIABLO, Endonuclease G e HtrA2 (heart-inducible serine protease)

também conhecida como OMI. AIF e Endonuclease G aparecem como aptas a direcionarem a

causa do dano nuclear e ao DNA (WU et al., 2004).

Um dos possíveis alvos na terapêutica seria a modulação da apoptose no

tratamento de inúmeras doenças como o câncer, inflamação, imunodeficiências, doenças

degenerativas nas quais, a apoptose leva à morte celular. Em algumas circunstâncias as

“ferramentas” para o controle de regulação indutora ou inibidora da apoptose poderão ser

utilizados na tentativa de uma modulação do mecanismo de morte celular programada

(WALKER et al., 1991; WEIL et al., 1996).

Por outro lado, a necrose é uma outra expressão morfológica da morte celular e

está relacionada a uma gama de modificações que se seguem à morte celular, em grande parte

acionada pela ação gradativa e progressiva de enzimas sobre a célula letalmente lesionada,

levando a uma série de alterações morfológicas que surgem após a morte celular em um

tecido vivo. Um mesmo agente etiológico pode provocar tanto necrose quanto apoptose

(Figura 4 e Tabela 3); sendo que a severidade da agressão parece ser o fator determinante do

tipo de morte celular. Vários agentes etiológicos são conhecidos como indutores de apoptose,

entre eles podem ser citados: alguns vírus, isquemia, hipertermia e também algumas toxinas

(KUMMAR et al., 2005).

A morte por necrose é freqüentemente atribuída a diversas perturbações

metabólicas ou mesmo oriunda de injúrias mecânicas, onde há uma rápida desestabilização da

membrana plasmática, sendo relacionada com a resposta inflamatória. Muitos agentes

indutores de apoptose como: patógenos, citocinas, calor, isquemia e irradiação contribuem

para que células de uma mesma população morram por necrose. Constatou-se também que o

processo necrótico ocorre como morte celular programada durante a resposta imune,

regeneração tecidual e no desenvolvimento embrionário. A resposta inflamatória causada pela

necrose possui função adaptativa como sinal de emergência sob certas condições patológicas.

O equilíbrio entre os processos de morte por apoptose e/ou necrose é de fundamental

importância para o organismo, uma perturbação do balanço entre os dois processos pode

induzir ao desenvolvimento de doenças (SERGEY et al., 2003).

Morfologicamente, a necrose é um pouco diferente do fenômeno apoptótico

clássico. Durante a necrose, a célula primeiro aumenta de tamanho, em seguida é observada a

lise da membrana plasmática. Características bioquímicas presentes durante a apoptose como:

ativação de proteínas específicas, não são encontradas em células em processo de necrose.

Entre os agentes que podem induzir necrose estão vários vírus, bactérias e protozoários. A

necrose pode ser ativada por toxinas bacterianas, Dong et al. (1997); Warny et al. (2000) e

componentes de defesa, como complemento, células natural killer ativadas, Blom et al.

(1999) e macrófagos peritoneais, Arantes et al. (2000).

Necrose

poptose

Figura 4 – Principais diferenças de apoptose e necrose (A); Características da Necrose (B);

Características da Apoptose (C).

Fonte: Bioagency, 2004.

Tabela 3 - Diferenças básicas entre apoptose e necrose

APOPTOSE X NECROSE

Estímulo

Fisiológico (Ativação de vias bioquímicas,

geneticamente reguladas) ou patológico.

Patológico (Ambiente hostil ou agressão).

Ocorrência

Acomete células individuais,

desencadeando a eliminação seletiva de

células patológicas.

Acomete um grupo de células. Fenômeno

degenerativo, conseqüência de lesão celula

severa e irreversível.

Reversibilidade

Fenômeno torna-se irreversível após o

“ponto de retorno”, com a deposição de

material floculento e amorfo na matriz

mitocondrial (liberação do citocromo c).

Irreversível, após ativação de

endonucleases.

Liberação de enzimas lisossômicas

Ausente Presente

Características bioquímicas

Processo envolvendo ativações e muitas

vias enzimáticas.

Perda de regulação iônica com severas

alterações homeostáticas.

Dependente de energia (ATP).

Processo Passivo (sem necessidade de

energia).

Fragmentação de DNA definida. Digestão do DNA por endonucleases.

Pré-fragmentação de DNA Pós-fragmentação de DNA

Características morfológicas

Membrana plasmática intacta; a estrutura

encontra-se alterada, especialmente a

orientação dos lipídios.

Membrana plasmática danificada com

conseqüente perda de integridade.

Agregação da cromatina à membrana

celular.

Floculação da cromatina.

Condensação celular (encolhimento

celular).

Inchaço da célula seguido de lise (edema).

Formação de vesículas com membrana

(corpos apoptóticos).

Lise completa sem formações de

vesículas.

Sem desintegração das organelas. Desintegração das organelas.

Características fisiológicas

Morte de células individuais induzida

or estímulos fisiológicos;(atividade

rogramada).

Morte de grupos celulares evocado po

distúrbios não fisiológicos.

Fagocitose por células adjacentes ou

macrófagos.

Fagocitose por macrófagos.

Resposta não inflamatória. Resposta inflamatória freqüente.

Fonte: Adaptado de Kummar et al. (2005)

1.2.8 O ciclo celular e o câncer

1.2.8.1 O ciclo celular

Basicamente, o ciclo celular é o programa para o crescimento e a divisão

(proliferação) celular. Existem 4 fases no ciclo celular: G1, S, G2 e M. A fase G1 é

caracterizada por expressão de genes e síntese de proteínas. Isto permite à célula crescer e

produzir todas as proteínas necessárias para a síntese de DNA. Durante a próxima etapa, a

fase S, a célula replica seu DNA possuindo, então, 2 fitas completas de DNA, entrando na

terceira fase do ciclo celular: G2. Durante a fase G2, a célula novamente cresce e sintetiza

proteínas necessárias ao processo de divisão celular. Completada esta fase, a célula finalmente

entra na quarta fase do ciclo celular: M. Durante a fase M, a célula passa por um processo

denominado citocinese, originando 2 células filhas, estando o ciclo celular completo. No ciclo

de divisão celular, o alvo de fármacos capazes de atuarem na estabilização dos microtúbulos é

a metáfase, impedindo a fase G2-M na anáfase, podendo ocorrer a morte celular ou a

resistência das células aos fármacos utilizados, sobrevivendo e continuando a se multiplicar

(FIGUEIREDO et al., 2003).

Os reguladores do ciclo celular

O ciclo celular é desencadeado quando um fator de crescimento atua sobre as

células em repouso, induzindo a sua divisão. Os principais componentes do sistema de

controle que determina a progressão celular por meio do ciclo celular é composto de duas

famílias de proteínas: ciclinas e ciclinas-quinases dependentes (cdks, cyclin dependent

kinases) e inibidores das cdks. As cdks são formadas por um grupo de proteíno-quinases do

tipo serina-treonina, sendo expressas de modo constitutivo na célula, porém na forma inativa;

Existem 8 grupos de ciclinas (as principais são A, B, D e E), as quais podem ser ativadas por

meio de fosforilação (RANG; et al., 2005).

Por outro lado, as cdks, são sintetizadas apenas nas fases específicas do ciclo

celular, enquanto às ciclinas, estimulam as cdks; De forma contrária seus inibidores exercem

efeito inibitório no controle do ciclo celular (KUMMAN et al., 2005).

Sendo assim, os fatores de crescimento estimulam a produção de dois tipos de

transdutores de sinais:

9 Reguladores positivos do ciclo celular, os quais controlam as alterações

necessárias para a divisão celular, como por exemplo: a ciclina D;

9 Reguladores negativos, que controlam os reguladores positivos, como por

exemplo: o gene p53.

A Ciclina D

A ciclina D regula a proliferação celular e progressão da fase G1 para S do ciclo

celular. Alguns estudos relatam apenas deficiência in situ de ciclina D1, confundindo com

diferenças não significativas entre melanomas primários e melanomas metastáticos. Estudos

confirmam a utilidade da ciclina D no diagnóstico como um marcador melanocístico

(FIGUEIREDO et al., 2003).

O Gene p53

O gene p53, denominando o “guardião do genoma”, codifica um fator de

transcrição protéico, a proteína p53. É um gene supressor tumoral encontrado em células

normais em baixa quantidade, podendo ser detectado em concentrações normais em muitos

tumores malignos e benignos; este tem a função primária de manter as células em estado de

repouso após um dano no DNA. O gene p53 pode ainda iniciar o processo de apoptose caso o

defeito do DNA não seja reparado (RANG et al., 2005).

1.2.9 Proliferação celular x indicadores de proliferação

A ação proliferativa desencadeada por um tumor ou tecido é ordenada pela fração

de crescimento, na qual um determinado número de células encontra-se em ciclo e pelo tempo

levado por estas células para completar seu ciclo celular. Existem evidências correlacionando

a taxa de proliferação tumoral e achados clínicos, principalmente em tumores sólidos

(BROWN; GATTER, 1990). Novos achados sobre os mecanismos reguladores do ciclo

celular têm levado cada vez mais à descoberta de vários antígenos celulares [PCNA

(Proliferation Cell Nuclear Antigen) e Ki-67], expressos em células apresentando estado de

proliferação que podem ser identificados por métodos imunohistoquímicos.

O marcador Ki-67 foi descrito por Gerdes et al. (1983). Esta molécula é um

anticorpo monoclonal que identifica um antígeno nuclear presente na maioria das células em

proliferação. A expressão deste antígeno está intimamente associada com o ciclo celular,

podendo ser usada para medir a fração de crescimento das células. Sua expressão ocorre

durante a fase G1 e progride durante o ciclo celular, alcançando o máximo em G2 e M,

diminuindo rapidamente após a mitose, não sendo expresso em G0 (Figura 5) (QUINN;

WRIGHT, 1990; FLENGHI et al., 1988).

O Antígeno Nuclear de Proliferação Celular (PCNA) é uma proteína de 36kDa

acessória de polimerase, presente em todas as fases no ciclo celular, tendo seu pico de

expressão em G1 tardio e S precoce. Bhawan et al. (2002), mostraram que o PCNA

imunologicamente maculado é maior em melanomas metastáticos. Porém, em alguns tumores,

a sua escolha como marcador de atividade proliferativa ainda é, muitas vezes, questionada.

KI-67

PCNA

DIFERENCIAÇÃO

Figura 5 - Expressão do Ki-67 e PCNA na progressão do ciclo celular: o ciclo celular possui

4 fases (G1-S-G2-M) onde o PCNA é mais expresso no final de G1 e início de S e o Ki-67

mais no final da fase S, não sendo expresso em G0 e início de G1. Esquema retirado da

dissertação de mestrado de Montenegro (2003).

1.2.10 Sarcoma 180 e a oncologia experimental

A descoberta de inúmeros compostos utilizados no tratamento clínico de

neoplasias tem ocorrido devido à evolução da oncologia experimental (POTT et al.,

1987). A quimioterapia do câncer, seja em animais experimentais ou em humanos, tem

como objetivo a redução do número de células neoplásicas viáveis, abaixo do qual, as

células que sobrevivam ao tratamento com uma determinada droga não sejam capazes

de restabelecer a doença (PESSOA, 2000).

O Sarcoma 180 foi inicialmente identificado no Croker Laboratory

(Columbia University, New York) em 1914. É um tumor de natureza sólida, que foi

inicialmente classificado como carcinoma mamário, por surgir espontaneamente na

região axilar de camundongos. Em 1919, após muitos transplantes subcutâneos, assumiu

a forma sarcomatosa e manteve-se sem alterações até os dias atuais. A forma sólida

caracteriza-se por ter um rápido crescimento, atingindo uma média de 18 x 14 x 10 mm

por volta de sete dias de transplante. Pode causar metástase para os pulmões o que pode

ocorrer quando os tumores estão com mais de quatro semanas de evolução (SCHABEL

et al., 1977).

Foi observado que muitos tumores a partir da 3ª semana de implante

desenvolvem necrose, sendo a morte dos animais ocasionada geralmente por

desnutrição, toxemia e septicemia. Em 1951, após inoculação intraperitoneal de fluido

leitoso de Sarcoma 180 (sólido) em camundongos Swiss, Charlotte Friend desenvolveu

a forma ascítica do tumor nos animais; Pessoa et al. (2000), descrevem que inicialmente

são inoculados aproximadamente 1 milhão de células tumorais e após 10 dias, tem-se

aproximadamente 75 a 150 milhões de células tumorais por mL. Esta metodologia tem

sido largamente utilizada pelo Laboratório de Oncologia Experimental (LOE) da

Universidade Federal do Ceará (UFC) como screening de novas drogas anticâncer, em

que muitos agentes antitumorais empregados na clínica são submetidos a testes

(PESSOA et al., 2000).

1.2.11 Justificativa do estudo

A busca de substâncias promissoras por meio de screening racional de

produtos naturais como fonte de drogas antineoplásicas como subsídio alternativo para

o tratamento do câncer tem norteado inúmeras pesquisas para obtenção de novos

fármacos (HAUNAUSKE, 1996; ISHIOKA et al., 1998).

Após a descoberta e o sucesso do paclitaxel, a busca de novos produtos

naturais, com atividade anticâncer por mecanismos de ação similar ao deste fármaco ou

por outras vias de ação, recebeu atenção especial por parte de diferentes grupos de

pesquisa. Isso pode ser confirmado pelo número de promissores compostos naturais

isolados de diferentes fontes (SOUZA, 2003).

2 OBJETIVOS

2.1 Objetivo geral

Avaliar o potencial antitumoral das fisalinas B e D, bem como determinar o

potencial citotóxico das fisalinas: B, F, 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B, e

fisalina E isoladas da Physalis angulata Lin., coletada no município de Pentecoste,

interior do Ceará, a partir da determinação de suas atividades citotóxicas em modelos in

vitro e da avaliação antitumoral in vivo.

2.2 Objetivos específicos

9 Determinar e comparar as atividades citotóxicas das fisalina D (PA-1), fisalina B

(PA-2), fisalina F, (PA-3), 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4), 5-α-

etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B (PA-4H

) e fisalina E (PA-5) em

células tumorais e no desenvolvimento embrionário do ouriço do mar Lytechinus

variegatus;

9 Determinar a capacidade hemolítica das fisalinas: fisalina D (PA-1), fisalina B (PA-

2), fisalina F, (PA-3), 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4), fisalina E

(PA-5);

9 Avaliar a atividade antitumoral in vivo no Sarcoma 180 dos animais tratados com as

fisalinas D (PA-1) e fisalina B (PA-2), salina (controle negativo) e 5 fluorouracil

(controle positivo), através da determinação do percentual de inibição do

crescimento tumoral;

9 Analisar o peso e as características histomorfológicas dos órgãos (rins, fígado e

baço) e dos tumores obtidos ao final do 10º dia de inoculação do tumor tratados por

7 dias com as fisalinas B e D, salina (controle negativo) e 5 fluorouracil (controle

positivo);

9 Determinar o índice de proliferação celular no tumor, através da análise

imunohistoquímica pelo Ki-67, dos animais tratados com as fisalinas B e D, salina

(controle negativo) e 5 fluorouracil (controle positivo);

9 Avaliar o padrão de morte (apoptose ou necrose) nas células tumorais HL-60,

previamente incubadas com as fisalinas D (PA-1), B (PA-2), F, (PA-3) e 5-α-etóxi-

6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4).

3 MATERIAIS E MÉTODOS

3.1 Equipamentos

Agitador de placa MLW Modelo Thys 2

Aquário marinho

Centrífuga Centrimicro FANEN Modelo 212

Centrífuga Excelsa Baby - I FANEN Modelo 206

Centrífuga de placas - Eppendorf Modelo Centrifuge 5403

Centrífuga de lâminas - Shandon Southern Cytospin

Deionizador de água Milli-Q

Espectrofotômetro de placas - Packard Spectra Count

Fluxo laminar - VECO

Frascos para cultura de células- Corning

Incubadora de células (CO

Water-Jacket Incubator) - NUAIRE TS Autoflow

Microscópio de fluorescência Olympus Modelo BX41

Microscópio óptico - Metrimpex Hungary/PZO-Labimex Modelo Studar lab

Microscópio óptico de inversão - Nikon Diaphot

3.2 Soluções x reagentes

NOMES CONCENTRAÇÕES MARCA

Ácido Acético 32 N REAGEN

Ácido Clorídrico 0,1 N VETEC

Água do mar filtrada - -

Álcool Etílico 70% VETEC

Anticorpo secundário biotinilado anti-

imunoglobulina de camundongo

1 µL de anticorpo biotinilado

DAKO

1 µL de anticorpo anti-Ki-67

DAKO Anticorpo monoclonal Anti - Ki-67

BSA 5% q.s.p. 50 µL de solução

DAKO

4 mg de Azul de tripan SIGMA Azul de tripan 4%

PBS q.s.p. 100 mL de solução -

1mg de Brometo de etídeo SIGMA

Brometo de etídio 100 µg/mL

PBS q.s.p 10 mL de solução -

5 µL de DAB

MMUNOTECH

1 mL de Tris-Hcl (Tris 0,05M) pH=7,6

PROQUIMIOS

Diaminobenzidina (DAB)

2 µL de H

PROQUIMIOS

Doxorrubicina

0,3 µg/mL

ZODIAC

0,5 g de Eosina DOLES

80 mL de EtOH VETEC

0,5 mL de Ácido acético VETEC

Eosina 0,5%

20 mL de H

O -

Estreptavidina – peroxidase

1 µL de Estreptavidina – peroxidase

DAKO

Estreptavidina – peroxidase

BSA 5% q.s.p. 100 µL de solução

DAKO

100 mL de Formaldeído 37% VETEC

4 g de Fosfato de sódio monobásico LABSYNTH

6,5 g Fosfato de sódio dibásico LABSYNTH

Formalina neutra 10%

O q.s.p. 900 mL -

5- Fluorouracil 250 mg/10 mL

ICN

FARMACÊUTICA

0,5 g de Hematoxilina DOLES

10 mL de Glicerina LABSYNTH

25 g de Sulfato de alumínio LABSYNTH

Hematoxilina 0,1%

0,1 g de Iodeto de potássio LABSYNTH

37,3 g de Cloreto de potássio LABSYNTH KCl 0,5M

O q.s.p 1 L de solução. -

Laranja de Acridina

1g de laranja de acridina (100µg/mL) FLUKA

O q.s.p. 10mL de solução -

50mg de MTT SIGMA MTT (5mg/mL)

PBS q.s.p. 10 mL de solução -

Meio de cultura de células RPMI

1640

Diluído em água deionizada e

esterilizada, filtrado em filtro millipore

–

0,22 mm – e complementado com

10% SBF, 1% de glutamina, 1% de

antibióticos, 1% de bicarbonato de

sódio (0,75%) e 25 mM de HEPES.

Cultilab

Penicilina 10.000 U.I./mL CULTILAB

Penicilina – estreptomicina

Estreptomicina 10 mg/mL CULTILAB

8,5 g de Cloreto de sódio (0,85%) LABSYNTH Solução salina (para hemólise)

1,11 g de Cloreto de cálcio (10 mM) REAGEN

O q.s.p 1 L de solução -

Soro fetal bovino - CULTILAB

Cloreto de sódio 1,5 M LABSYNTH

Citrato de sódio 0,15 M

GRUPO

QUÍMICA

SSC 10X

O -

8,766 g de Cloreto de sódio LABSYNTH

2,14 g de NaHPO4.7H

O LABSYNTH

0,276 g de NaHPO4.H

0 LABSYNTH

Tampão fosfato (PBS)

0 q.s.p. 1 L de solução (pH = 7,2) -

Cloreto de sódio 1,5 M LABSYNTH

Tris 0,5 M (pH= 7,6) PROQUÍMIOS

Tampão Tris (TBS) 10X

50 mL de Tripsina 2,5% CULTILAB

0,125 g de EDTA PROQUÍMIOS

Tripsina 0,25%

500 mL de PBS -

1 mL de Triton X-100 ISOFAR Triton X -100 1%

O q.s.p. 100 mL de solução -

3.2.1 Modelos biológicos experimentais

• Camundongos Mus musculus Swiss

• Ovos do ouriço-do-mar Lytechinus variegatus

• Linhagens celulares tumorais cultivadas (Tabela 5)

3.3 Principais constituintes químicos isolados da espécie Physalis angulata Lin.

Vários espécimes de uma mesma população de Physalis angulata Lin. foram

coletados na comunidade de Cipó, município de Pentecoste - Ceará em junho de 2003,

pelo Prof. Dr. Manoel Andrade Neto, do Departamento de Química Orgânica e

Inorgânica da Universidade Federal do Ceará. O material botânico foi identificado pelo

Prof. Edson Paula Nunes do Departamento de Biologia, sua exsicata encontra-se

depositada no Herbário Prisco Bezerra, sob a inscrição 33.576, na UFC.

Quanto ao isolamento e purificação dos fitocompostos oriundos da P.

angulata Lin., este foi coordenado pela Prof(a) Dra. Otília Desudênia Loiola Pessoa e

realizado pela doutoranda em química orgânica Maria Leopoldina Veras. Todo o

procedimento químico foi realizado no Departamento de Química Orgânica e

Inorgânica da UFC.

As partes aéreas de P. angulata (4,3 Kg) foram secas a temperatura

ambiente, trituradas e submetidas à extração exaustiva com n-hexano, seguido de

extração com etanol, obtendo-se o extrato etanólico de P. angulata (EEPA). Em

seguida, o EEPA foi submetido a fracionamento cromatográfico em sílica gel,

utilizando como eluentes o n-hexano, CH

, AcOEt e MeOH. Ao final da eluição com

ocorreu à precipitação de 2 gramas de um material sólido, amorfo branco, com

ponto de fusão entre 287-290 °C. Este precipitado foi filtrado a vácuo resultando em 2,0

g de material, codificado por (Extrato Etanólico de Physalis angulata – Diclorometano

precipitado - EEPA-Dp), de onde posteriormente foi isolada e identificada a fisalina D,

sendo denominada por PA-1.

Partindo-se da fração CH

foi obtida: a fisalina B, caracterizando-se como

um sólido amorfo branco com ponto de fusão entre 263-267 °C, sendo denominada de

PA–2. O metabólito secundário denominado fisalina F também foi isolado como um

sólido amorfo, com ponto de fusão variando entre 295 – 297 °C, sendo posteriormente

denominada de PA–3 e a substância PA-4 a qual foi denominada 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-

5,6-diidrofisalina B também como as demais, apresentou-se como um sólido amorfo

branco, com ponto de fusão variando entre 229-230,8 °C.

A partir da fração AcOEt, obtida por eluição como CH

/AcOEt (4:6)

obteve-se um material sólido branco, contendo um pequeno percentual de impurezas,

mas apresentando ponto de fusão variando entre 302-305 °C Assim, este material foi

recristalizado em acetona fornecendo 1,2 g de sólido amorfo branco, após analise dos

dados espectrais e comparação com dados descritos na literatura foi identificada como a

fisalina E, denominada por PA-5 (Fluxograma 3).

Fluxograma 3 - Isolamento dos constituintes químicos de Physalis angulata Lin.

EHPA

Resíduo

1. Extração com n-hexano

2. Evaporação do solvente

1. Extração com Etanol

2. Evaporação do solvente

Parte aérea

Metanol

Hexano

Acetato de Etila

Diclorometano

Vale salientar que todos os compostos isolados foram caracterizados segundo

seus pontos de fusão e também por análises espectrais de RMN

H e

C, uni e

bidimensionais, como também em cromatógrafo a gás acoplado a espectrômetro de

massa (CG/EM). Os resultados foram compatíveis aos descritos na literatura (CHIANG

et al., 1992a, 1992b; MAKINO et al., 1995). Sendo assim, todos os compostos químicos

isolados a partir de partes aéreas da P. angulata Lin. mostraram-se quimicamente

purificados (Tabela 4).

Tabela 4 - Constituintes químicos isolados da Physalis angulata Lin.

EEPA

Substância Massa

Molecular

Ponto de

Fusão (°C)

Estrutura química

EEPA-Dp

(PA-1)

544,5

287-290

Fisalina D

(PA-2)

510,5

263-267

Fisalina B

(PA-3)

526,5

295-297

Fisalina F

EEPA-D

(PA-4)

572,6

229-230.8

Fisalina 5 α-etóxi-6β-hidroxi-5,6-

diidrofisalina B

EEPA Substância Massa

Molecular

Ponto de

Fusão (°C)

Estrutura química

EEPA-D

(PA-4H

)

574,6

229-230.8

Fisalina 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-

2,3,5,6-tetrahidrofisalina B

EEPA-A

(PA-5)

544,5

302 -305

Fisalina E

Fonte: Chiang et al. (1992a, 1992b); Makino et al. (1995)

3.4 MÉTODOS

3.4.1 Avaliação da atividade antiproliferativa em células tumorais in vitro.

A citotoxicidade avaliada através do método do MTT, Mosmann (1983)

utilizando as seguintes linhagens celulares (Tabela 5): CEM (leucemia – humana), HL-

60 (leucemia – humana), HCT-8 (cólon – humana), MCF-7 (mama – humano), B-16

(melanoma – murino), PC-3 (próstata), MDA-MB-231 e MDA-MB-435 (mama) e K-

562 (eritroleucemia) obtidas através de doação do Instituto Nacional do Câncer dos

Estados Unidos (NCI). O ensaio consiste em uma análise colorimétrica baseada na

conversão do sal 3-(4,5-dimetil-2-tiazol)-2,5-difenil-2-H-brometo de tetrazolium (MTT)

para formazan, pela atividade da enzima succinil-desidrogenase presente na mitocôndria

da célula viável (MOSMANN, 1983), permitindo dessa forma, quantificar a

porcentagem de células vivas e definir facilmente o perfil citotóxico de uma

determinada substância, porém apenas o teste do MTT não é capaz de elucidar

mecanismo de ação (BERRIDGE et al., 1996).

Tabela 5 - Linhagens tumorais utilizadas no ensaio de citotoxicidade in vitro

LINHAGEM CELULAR TIPO DE NEOPLASIA ORIGEM

CEM Leucemia linfocítica Humana

HL-60 Leucemia promielocítica Humana

K-562 Eritroleucemia Humana

HCT-8 Cólon Humana

MCF-7 Mama Humana

MDA-MB 231 Mama Humana

MDA-MB 435 Mama Humana

PC-3 Próstata Humana

B-16 Pele Murina

3.4.1.1 Procedimento experimental

As linhagens celulares foram cultivadas em frascos plásticos para cultura

(Corning, 25cm

, volume de 50mL para células aderidas e 75cm

, volume de 250mL

para células em suspensão); utilizando o meio de cultura RPMI 1640 complementado

com 10% de soro fetal bovino e 1% de antibióticos (penicilina/estreptomicina). As

células foram incubadas em estufa a 37°C com atmosfera de 5% de CO

, seguido da

observação do crescimento celular com ajuda de microscópio de inversão a cada 24

horas, quando necessário às células foram repicadas em meio de cultura novo, em uma

concentração de 0,5-1,0 x 10

céls/ mL (BUTLER; DAWSON, 1992).

As células em suspensão ou monocamadas foram plaqueadas em multiplacas

de 96 cavidades numa densidade de 0,3 x 10

células/mL, para células suspensas (CEM,

HL-60 e K-562), 0,7 x 10

células/mL para HCT-8 e MCF-7, 0.1 x 10

(MDA-MB,

PC3), e 0,6 x 10

células/mL para B16. As substâncias testes, (Fisalinas B, D, E, F, 5α-

etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B e 5α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-tetrahidroxifisalina

B), foram incubadas durante 72 horas juntamente com a suspensão de com

concentrações variando de 0,39 a 25 µg/mL. A doxorrubicina foi utilizada como

controle positivo com concentrações variando de 0,003 a 0,25 µg/mL. Após o período

de incubação, as placas foram centrifugadas (15 g/15 min. correspondente a 1500

rpm/15 min.), e o sobrenadante foi descartado. Cada cavidade recebeu 200 µL da

solução de MTT (10% em meio RPMI 1640) e foi reincubada durante 3 horas, em

estufa a 37°C e a 5% CO

. Após esse período, as placas foram novamente centrifugadas

(30 g/10 min correspondente a 3000 rpm/10 min.), o sobrenadante foi desprezado, e o

precipitado foi resuspendido em 150 µL de DMSO. Para a quantificação do sal reduzido

nas células vivas, as absorbâncias foram lidas com o auxílio do espectofotômetro de

placa, no comprimento de onda de 550 nm. Essa técnica tem a capacidade de analisar a

viabilidade e o estado metabólico da célula, sendo assim, bastante útil para avaliar a

citotoxicidade.

3.4.1.2 Análise dos dados

As drogas foram testadas em diluição seriada, em duplicata ou triplicata. Foi

plotado o gráfico: absorbância x concentração, e determinado suas CI

(concentração

inibitória média capaz de inibir o crescimento celular em 50%) e seus respectivos

intervalos de confiança (IC 95%) realizado a partir de regressão não-linear utilizando o

programa Prism versão 4.0 (GraphPad Software). Para verificação da ocorrência de

diferenças significativas entre os diferentes grupos, os dados foram comparados por

análise de variância (ANOVA) seguida de Student Newman Keuls (p<0,05).

3.4.2 Avaliação da atividade antimitótica em ovos do ouriço-do-mar.

Foram utilizados exemplares da espécie Lytechinus variegatus, coletados na

praia da Lagoinha, litoral cearense. Esses animais são facilmente coletados e mantidos

em aquários no laboratório de Ecotoxicologia - LABOMAR. Eles têm como vantagem

apresentarem ovos não muito pigmentados, facilitando a visualização dos estágios de

desenvolvimento embrionário e desse modo eles podem sugerir uma visão geral sobre o

mecanismo de ação da droga, dependendo do estágio em que a droga inibe o

desenvolvimento do ovo (COSTA-LOTUFO et al., 2002).

3.4.2.1 Procedimento experimental

A eliminação dos gametas foi induzida pela injeção de até 3 mL de KCl 0,5

M na cavidade celômica (perivisceral) dos ouriços. Após o término da eliminação dos

gametas, os óvulos foram lavados em uma proveta com água do mar filtrada. Esse

processo foi repetido por mais duas vezes, para remoção da camada gelatinosa que

envolve o óvulo. Após a última lavagem, os óvulos foram resuspendidos em 50 mL de

água do mar filtrada. Os espermatozóides concentrados foram coletados e mantidos em

baixa temperatura, 4ºC, até o momento do uso. A fecundação foi realizada pela adição

de 1 mL da suspensão de espermatozóides (0,05 mL de suspensão concentrada dos

espermatozóides/ 2,45 mL de água do mar) à suspensão de óvulos (50 mL). Após cerca

de dois minutos, a fecundação foi confirmada pela presença da membrana da

fecundação (figura 6b), através da observação de uma amostra das células em

microscópio óptico. Os ovos (1 mL) foram distribuídos numa placa com 24 cavidades,

contendo as substâncias teste em diferentes concentrações (1, 3, 10, 30 e 100 µg/mL). A

doxorrubicina foi utilizada como controle positivo do experimento nas concentrações de

0,1, 0,3, 1, 3 e 10 µg/mL. Os ovos foram incubados num volume final de 2 mL,

mantidos à temperatura ambiente (26 ± 2°C) sob agitação constante. Nos intervalos

correspondentes a aproximadamente 1 h e 2h após a fecundação, correspondentes

respectivamente à primeira e terceira divisões (figuras 6c e 6e) foram fixadas alíquotas

de 0,2 mL em formalina 10%. Já a blástula (figura 6f), foi fixada com 0,1 mL de

formaldeído adicionado ao volume restante na placa 3h30 min após a fecundação. Cem

embriões foram contados em cada amostra para obtenção da porcentagem de células

divididas (JIMENEZ et al., 2003).

Figura 6 - Fotomicrografias das primeiras fases do desenvolvimento embrionário do

ouriço Lytechinus variegatus. A - óvulo; B - ovo com membrana de fecundação; C - 1

divisão; D - 2

. divisão; E - 3

. divisão; F - blástula.

3.4.2.2 Análise dos dados

Os dados foram analisados a partir da média e do erro padrão da média de n

experimentos. O cálculo da CI

(concentração inibitória média capaz de provocar 50%

do efeito máximo) e seu respectivo intervalo de confiança (IC) 95% foi realizado a

partir de regressão não-linear utilizando o programa Prism versão 4.0 (GraphPad

Software). Para verificação da ocorrência de diferenças significativas entre os

diferentes grupos, os dados foram comparados por análise de variância (ANOVA)

seguida de Student Newman Keuls (p<0,05).

3.4.3 Avaliação da atividade hemolítica em eritrócitos de camundongos Mus musculus

Swiss.

Esta metodologia, segundo descrita por Costa-Lotufo et al. (2002); Dresch et

al. (2005), permitiu avaliar o potencial das substâncias-teste em causar lesões na

membrana plasmática da célula, seja pela formação de poros ou pela ruptura total.

3.4.3.1 Procedimento experimental

Foi coletado o sangue de três camundongos (Mus musculus Swiss) por via

orbital, sendo diluído em 30 volumes de solução salina (NaCl 0,85% + CaCl

10 mM).

Os eritrócitos foram lavados 2 vezes em solução salina e centrifugados (15 g/3 min.

correspondente a 1500 rpm/3 min.) para redução da contaminação plasmática e

ressuspensos em solução salina para obtenção de uma suspensão de eritrócitos (SE) a

2%. Os ensaios foram realizados em multiplacas com 96 cavidades. Cada poço da 1ª

fileira recebeu 100 µL da solução salina. Na 2ª, os poços receberam 50 µL da solução

salina e 50 µL do veículo de diluição da substância teste, neste caso, DMSO 10%. Aos

poços da 3ª fileira, foram adicionados 100 µL de solução salina e 100 µL das

substâncias teste em solução [fisalina D (PA-1), fisalina B (PA-2), fisalina F, (PA-3), 5-

α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4), 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-

tetrahidrofisalina B (PA-4H

) e fisalina E (PA-5)]. Da 4ª fileira em diante os poços

receberam 100 µL da solução salina, excetuando-se os da última fileira, que receberam

80 µL de solução salina e 20 µL de Triton X – 100 1% (controle positivo). As diluições

foram feitas da 3ª à 11ª cavidade, retirando-se 100 µL da solução da cavidade anterior e

transferindo para a seguinte de modo que as concentrações foram sempre diluídas pela

metade, variando de 1,5 a 200 µg/mL. Em seguida, 100 µL da suspensão de eritrócitos

foram plaqueados em todos os poços. Após incubação de 1 hora, sob agitação constante

à temperatura ambiente (26 ± 2ºC), as amostras foram centrifugadas (50 g/3 min.

correspondente a 5000 rpm/3 min.) e o sobrenadante transferido para uma outra placa

para a leitura da absorbância no espectofotômetro de placas a 540 nm. A atividade do

extrato foi determinada de maneira relativa ao valor dos controles positivo e negativo.

3.4.4 Viabilidade celular - Exclusão por Azul de Tripan

O teste de exclusão por azul de tripan permite quantificar separadamente as

células viáveis das células mortas pela substância testada. O corante penetra em todas as

células, porém somente as células viáveis conseguem bombear o tripan para fora, sendo

possível desta forma, observar uma coloração azulada nas células mortas (JIMENEZ et

al., 2003).

3.4.4.1 Procedimento experimental

Células da linhagem HL-60, na concentração de 0,3 x 10

células/mL, foram

incubadas por 24h com as substâncias e examinadas ao microscópio de inversão. A

concentração utilizada foi estimada a partir do valor da CI

(5, 10 e 15 µg/mL)

encontrada no método do MTT para esta mesma linhagem celular. Retirou-se 90 µL da

suspensão de células e foi adicionado a 10 µL do azul de tripan (tripan a 10%). As

células viáveis e as não viáveis foram diferenciadas e contadas em câmara de

Newbauer. A Doxorrubicina (0,3 µg/mL) foi usada como controle positivo (VERAS et

al., 2004).

3.4.4.2 Análise dos dados

Os dados foram analisados a partir da média e do erro padrão da média de n

experimentos. Para verificação da ocorrência de diferenças significativas entre os

diferentes grupos, os dados foram comparados por análise de variância (ANOVA)

seguida de Student Newman Keuls, com nível de significância de 5% (p<0,05).

3.4.5 Coloração diferencial por brometo de etídio/laranja de acridina

O método de coloração pelo brometo de etídio / laranja de acridina,

McGahon et al. (1995), permite diferenciar células viáveis daquelas em processo de

morte por apoptose ou necrose através da coloração diferencial por fluorescência e

baseia-se na revelação das células (controle e tratadas) com a coloração de brometo de

etídio (BE) e laranja de acridina (LA) ao nível do núcleo. A laranja de acridina

intercala-se ao DNA, conferindo aparência verde ao núcleo celular, sendo capaz de

atravessar membranas intactas.

O brometo de etídio é incorporado majoritariamente por células não viáveis

(com instabilidade de membrana), intercalando-se ao DNA corando-o de laranja;

ligando-se fracamente ao RNA, que se mostrará com uma coloração vermelha. As

células viáveis com membrana intacta apresentaram núcleo uniformemente corado de

verde pela LA; O BE marca muito fracamente ou muitas vezes não marca, pois não

atravessa à membrana não lisadas. As células em apoptose inicial (membrana ainda

intacta) apresentaram manchas verdes brilhantes no núcleo (condensação da cromatina)

e não são marcadas por BE; morfologicamente observam-se alterações da membrana em

decorrência da formação de corpúsculos apoptóticos.

As células em necrose (lesão de membrana) apresentam um padrão de

coloração uniforme, laranja-avermelhada e não há formação de corpos apoptóticos.

Possivelmente, as membranas plasmáticas permaneçam intactas durante o fenômeno

apoptótico até os últimos estágios quando se tornam permeáveis aos solutos

normalmente retidos (KUMMAR et al., 2005).

3.4.5.1 Procedimento experimental

Células da linhagem HL-60, plaqueadas na concentração de 0,3 x 10

cél/mL, foram incubadas por 24h com as drogas. As concentrações utilizadas (5, 10 e 15

µg/mL) foram estimadas a partir do valor da CI

encontrada no método do MTT para

esta mesma linhagem celular. A suspensão de células foi transferida para um tubo

eppendorf e centrifugada por 5 min em baixa rotação (10 g/5 min. correspondente a

1000 rpm/5 min.). O sobrenadante foi descartado e as células foram ressuspendidas em

20 µL de solução de PBS. Em seguida, 1 µL da solução de BE:LA foi adicionado a cada

tubo e uma alíquota dessas células transferido para uma lâmina e montado com lamínula

e em seguida levadas ao microscópio de fluorescência para observação dos eventos

celulares. A Doxorrubicina (0,3 µg/mL) foi usada como controle positivo (GENG et al.,

2003).

3.4.5.2 Análise dos dados

Foram contadas 300 células, em duplicata, cada amostra para a quantificação

percentual de cada evento celular (viáveis, necróticas e apoptóticas) e montadas em

lâminas que foram fotografadas para o registro visual dos efeitos. Para verificação da

ocorrência de diferenças significativas entre os diferentes grupos, os dados foram

comparados por análise de variância (ANOVA) seguida de Student Newman Keuls

(p<0,05).

3.4.6 Avaliação da atividade antitumoral (in vivo)

3.4.6.1 Obtenção e manutenção dos animais

Os testes para avaliação da atividade antitumoral in vivo foram realizados

utilizando camundongos (Mus musculus Swiss) machos pesando entre 20-25g oriundos

do biotério do Departamento de Fisiologia e Farmacologia da UFC, mantidos com água

e alimento ad libitum. O manejo dos animais foi realizado procurando seguir a todos

princípios éticos, de forma a amenizar ao máximo o sofrimento dos animais.

O animal de manutenção ou doador foi anestesiado com éter etílico e sacrificado

por meio de deslocamento cervical. Fez-se o procedimento asséptico com álcool iodado

e em seguida coletou-se o líquido ascítico da cavidade abdominal, tendo sido preparada

uma suspensão de células com 4,0 mL de Ringer lactato, 0,5 mL de gentamicina (5

mg/mL) e 0,5 mL do líquido ascítico, para posterior contagem das células. Conforme

aprovado pelo comitê de ética de pesquisas em animais da UFC (CEPA).

3.4.6.2 Avaliação do efeito das fisalinas B e D em camundongos transplantados com

Sarcoma 180.

A avaliação da atividade antitumoral está relacionada à regressão total de

tumores nos animais, à redução no crescimento dos tumores sensíveis ao composto ou

ao aumento da expectativa de vida durante o tratamento, comparado com os não

tratados. Ficou demonstrado que o melhor resultado desses fatores depende do

procedimento do tratamento, que deverá ser começado até 48 h após o transplante.

Neste período, as células tumorais já teriam iniciado a formação do nódulo tumoral

(SCHABEL et al., 1977). O tumor utilizado foi o Sarcoma 180 o qual foi descoberto em

1914 no Crocker Laboratory (Columbia Univrsity, New York), é originalmente um

tumor sólido, surgido espontaneamente na região axilar de camundongos, e foi

inicialmente classificado como carcinoma mamário. Após vários transplantes

subcutâneos, assumiu a forma sarcomatosa, por volta de 1919, e mantêm-se sem

alterações até os dias de hoje.

3.4.6.3 Procedimento experimental

Para o teste de atividade antitumoral, foi utilizado o tumor sólido do tipo

Sarcoma 180, com 8 dias de implantação na região axilar direita. O animal doador, ou

da manutenção, foi sacrificado por deslocamento cervical, sendo realizado assepsia com

álcool iodado. Em seguida, foi retirado o líquido ascítico da cavidade abdominal, tendo

sido preparado uma suspensão de células com 5,0 mL de Ringer lactato, 0,2 mL de

gentamicina (5mg/mL) e 0,5 mL do líquido ascítico, para posterior contagem de células.

Os animais receptores ou utilizados para o experimento de atividade antitumoral, foram

inoculados com 4 x 10

células/0,2 mL na região axilar dos camundongos e o tratamento

foi iniciado 24 horas após o implante dos tumores e continuou durante 7 dias

consecutivos, com as fisalinas B e D nas doses de 10 e 25 mg/kg, 5-Fluorouracil (5FU)

– 25 mg/Kg (controle positivo) e solução salina (controle negativo). Todos os grupos

foram tratados por via intraperitoneal. No terceiro dia após o termino do tratamento os

animais foram sacrificados, sendo em seguida retirados os tumores, rins, fígado e baço

para pesagem, análise histológica e realização da imunohistoquímica dos tumores

através do marcador para proliferação tumoral: Ki-67.

O percentual de inibição do crescimento tumoral (IT) foi calculado pela

fórmula:

IT (%) = [(A-B)/A] x 100

Onde:

A = média dos pesos dos tumores no grupo controle.

B = média dos pesos dos tumores nos animais tratados.

3.4.6.4 Análise dos dados

Os dados foram analisados a partir da média e do erro padrão da média de n

experimentos. Para verificação da ocorrência de diferenças significativas entre os

diferentes grupos, os dados foram comparados por análise de variância (ANOVA)

seguida de Student Newman Keuls, com nível de significância de 5% (p<0,05).

3.4.7 O marcador Ki-67

O marcador denominado Ki-67 foi descrito por GERDES et al., em 1983. A

quantificação deste antígeno é útil para avaliar proliferação celular. A expressão deste

antígeno está intimamente associada com o ciclo celular, podendo ser usado para medir

a fração de crescimento das células. Sua expressão ocorre durante a fase G1 e progride

durante o ciclo celular, alcançando o máximo em G2 e M, diminuindo rapidamente após

a mitose, não sendo expresso em G0 (FALINI et al., 1989; QUINN; WRIGHT, 1990).

3.4.7.1 Descrição da imunohistoquímica pelo Ki-67

3.4.7.2 Procedimento experimental

Após o sacrifício dos animais, ocorreu a retirada e pesagem de órgãos e

tumores, os quais foram armazenados em formol a 10%. As peças foram retiradas do

formol, seccionadas em pequenas fatias e montadas em parafina para posterior

preparação das lâminas: controle negativo (Salina), controle positivo (5-FU, 25 mg/Kg),

animais tratados com fisalinas B e D (10 e 25 mg/kg). O material foi fixado em formol a

10% por 24 horas, desparafinizado em xilol por 15 minutos, e desidratado em

concentrações crescentes de álcool até 70% (mergulhando-se rapidamente as lâminas),

sendo posteriormente reidratado, sendo lavadas em água destilada até ter sido removido

todo o álcool. Posteriormente uma parte dessas lâminas foi corada com

Hematoxilina/Eosina, sendo analisadas com ajuda do microscópio.

Uma outra parte foi seguida, sendo as lâminas acondicionadas em jarras

plásticas de Colpe (furadas no fundo) com tampão citrato em pH 6,0 cobrindo todas as

lâminas dentro de um becher. O becher foi levado ao microondas em potência máxima

por 10 minutos até atingir ebulição, a partir dai deixou-se por mais 7 minutos. Retirou-

se o becher com o material sendo deixado por 20 minutos em temperatura ambiente. O

tampão citrato foi descartado e as lâminas foram lavadas com TBS (de forma indireta e

com cuidado para não remover os cortes histológicos).

Acrescentou-se peróxido de hidrogênio (H

) a 3% em metanol com a

finalidade de bloquear a peroxidase endógena (interferente do experimento) por 10

minutos. As lâminas foram novamente lavadas com TBS e enxugando-as em seguida e

retirando o excesso de parafina oriunda do processo de fixação. As lâminas foram

circundadas com caneta hidrofóbica adicionando o TBS sobre a região circundada.

Posteriormente, o TBS foi aspirado e as lâminas foram incubadas em câmara úmida

com soro normal de coelho – BSA (1:5) por 20 minutos (70 µL de soro/lâmina). O BSA

foi aspirado e o material foi incubado novamente em câmara úmida com anticorpo

primário (1:5), sendo mantido em overnight (16-24 horas) em refrigerador (± 8ºC).

Após o período determinado, o material foi retirado da geladeira deixando-se

por 15 minutos em temperatura ambiente. Removeu-se o anticorpo primário, lavando-se

o material com TBS (deixando-se por 5 minutos) sendo retirado, e em seguida incubou-

se novamente as lâminas com anticorpo secundário (coelho anti-mouse biotinilado),

onde foi deixado por 30 minutos; As lâminas foram lavadas com TBS, acrescentou-se

então Estreptavidina e 30 minutos depois o material foi lavado com TBS por 5 minutos

em borel vertical com ranhura.

Adicionou-se o fotoreagente (DAB) por 3 minutos (ou até os fragmentos

adquirirem coloração mais escura). Retirou-se então o DAB e corou-se o material em

hematoxilina na concentração de 1:1, deixando-se o material secar a temperatura

ambiente. Posteriormente as lâminas foram lavadas 3 vezes em etanol absoluto 100% e

em xilol 100% para desidratação. Finalmente as lâminas foram montadas com Bálsamo

do Canadá.

3.4.7.3 Análise dos dados

Os dados foram analisados a partir da média e do erro padrão da contagem

de células Ki67 positivo presente em cada 4-6 campos por lâmina de cada grupo. Para

verificação da ocorrência de diferenças significativas entre os diferentes grupos, os

dados foram comparados por análise de variância (ANOVA) seguida de Student

Newman Keuls (p < 0,05).

3.4.8 Analise morfológica e histopatológica

O método de coloração por hematoxilina e eosina (H/E) permite diferenciar o

citoplasma do núcleo, possibilitando, assim, a análise de algumas estruturas celulares. A

análise morfológica e histopatológica de tecidos dos animais tratadas permitem

identificar alterações que possam estar ocorrendo e fornecer subsídios para sugerir os

efeitos tóxico causados pela droga.

3.4.8.1 Procedimento experimental

Após o sacrifício dos animais, ocorreu a retirada e pesagem de órgãos e

tumores, os quais foram armazenados em formol a 10%. As peças foram retiradas do

formol e seccionadas em pequenas fatias para posterior preparação das lâminas. O

material foi fixado em formol a 10% por 24 horas, desparafinizado em xilol por 15

minutos, e desidratado em concentrações crescentes de álcool até 70% (mergulhando-se

rapidamente as lâminas), sendo posteriormente lavadas em água destilada até ter sido

removido todo o álcool. Posteriormente as lâminas foram coradas com Hematoxilina

0,1%.

3.4.8.2 Análise dos dados

As lâminas contendo as células coradas foram levadas ao microscópio para

avaliação das suas características morfológicas e comparadas ao controle (Salina). Em

seguida as alterações celulares foram registradas por fotografia.

4 RESULTADOS

4.1 Avaliação da citotoxicidade em células tumorais

A atividade antiproliferativa foi inicialmente avaliada para os extratos e as

frações da P. angulata Lin. pelo método do MTT e estão representados na Tabela 6. O

destaque deu-se para o precipitado obtido do extrato diclorometano que apresentou

elevada citotoxicidade com CI

correspondente a 8,4 (6,9-10,1), 6,1 (5,2-7,1), 3,6 (2,7-

4,7), 5,8 (2,2-15,2) e 5,2 µg/mL (4,4-6,2) nas linhagens CEM, HL-60, HCT-8, MCF-7,

Melanoma-B-16 (murino) respectivamente, enquanto o precipitado oriundo do mesmo

extrato apresentou um elevado potencial citotóxico, cujas CI

foram < 0,8 µg/mL em

todas as linhagens testadas: leucemia humana (CEM e HL-60), cólon (HCT-8), mama

(MCF-7) e pele (B-16). Também a fração acetato de etila apresentou uma citotoxicidade

nas linhagens CEM, HL-60, HCT-8, MCF-7, Melanoma-B-16 (murino), cuja CI

foi <

8,0 µg/mL em todas as linhagens .

A partir do precipitado diclorometano foi obtido o fitocomposto,

denominado por fisalina D, o qual apresentou potencial citotóxico, tendo demonstrado

elevada citotoxicidade na maioria das linhagens testadas. Partindo-se da fração

diclorometano foram isoladas três fisalinas, as quais foram denominadas por fisalina B,

fisalina F e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B, enquanto a partir da fração

acetato de etila obteve-se a fisalina E.

Dentre as seis fisalinas obtidas, a 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-

tetrahidrofisalina B e a fisalina E não apresentaram citotoxicidade, cujas CI

foram > 6

µM nas células CEM, HL-60, HCT-8 e B-16. Por outro lado, a fisalina D e F mostraram

perfil citotóxico semelhante cujas CI

foram < 1.5 µM (1,0 µg/mL) nas células CEM,

HL-60, HCT-8 e B16 (Tabela 8). Enquanto, a fisalina B e a fisalina 5-α-etóxi-6-β-

hidróxi-5,6-diidrofisalina B, também apresentaram elevado potencial citotóxico, cujos

valores das CI

variaram entre ≥ 1,7 e ≤ 3,4 µM respectivamente nas células HL-60

(Tabelas 7 e 8).

Desse modo, a fisalina D e B mereceram destaque por seus potenciais

citotóxicos, sendo por isso, selecionadas e correlacionadas em seus perfis citotóxicos

em 9 linhagens celulares. Podemos observar que a fisalina D foi potencialmente

citotóxica nas linhagens CEM, HL-60, K-562, HCT-8, MCF-7, MDA-MB-231, MDA-

MB-435 e B-16 com CI

< 1,40 µM, porém foi observado uma moderada capacidade

citotóxica nas células PC-3 cuja CI

foi de 4,47 µM (Tabela 7). Já a fisalina B

mostrou baixa citotoxicidade para as linhagens MDA-MB-435, MDA-MB-231, PC-3

cujas CI

foram de 15,53; 13,82; 29,76 µM respectivamente, porém apresentou

citotoxicidade para as linhagens CEM, HL-60, HCT-8, MCF-7, e B-16 com CI

< 1,72

µM (Tabela 7).

Dessa maneira, fazendo-se uma correlação em µM com as fisalinas B e D

(através da razão das fisalinas B/D), observou-se uma variação no espectro de atividade

citotóxica, onde a fisalina D foi de 1,69 à 20,16 vezes mais ativa do que a fisalina B

(valores entre parênteses na Tabela 7). Comparando-se a fisalina B com a F podemos

observar uma superioridade no grau citotóxico da fisalina F variando de 1,14 à 2,40

vezes mais ativa que a fisalina B. Fazendo-se ainda uma analogia do grau de

citotoxicidade das fisalinas D e F podemos observar uma certa equivalência entre os

efeitos citotóxicos de ambas as fisalinas, com uma pequena vantagem para a fisalina F,

onde os valores variam de 0,67 à 1,14 mais ativa que a fisalina D nas linhagens HL-60,

HCT-8 e B-16, enquanto para a linhagem celular CEM ambas as fisalinas mostraram-se

igualmente citotóxicas. Sendo assim, as fisalina D e F foram as mais citotóxicas dentre

as fisalinas testadas no MTT, com CI

< 3,0 µg/mL (5,5 µM para fisalina D e 5,7 µM

para a fisalina F para as linhagens HL-60, HCT-8 e B-16 e CEM). Vale a pena salientar

que enquanto as linhagens CEM, HL-60 e B-16 foram mais sensíveis às fisalinas B, D

e F, a linhagem PC-3 mostrou uma maior resistência para ação destas substâncias

(Tabela 7).

A análise realizada com a doxorrubicina (controle positivo) para o MTT,

apresentou valores que variaram entre 0,06 µM para a linhagem melanoma B-16 à 0,83

µM para a linhagem MDA-MB 435. Quando é feita uma analogia entre as fisalinas B,

D e F com a doxorrubicina (controle positivo) é possível observar uma equivalência no

potencial citotóxico para a fisalina D na linhagem MDA-MB 435 (com 0,83 µM para a

doxorrubicina e 0,77 µM para a fisalina D). É importante ressaltar que considera-se uma

substância potencialmente citotóxica aquela que possui CI

< 20 µg/mL (em µM varia

de acordo com do peso molecular da substância) (Tabela 7).

Tabela 6 - Determinação das CI

dos diferentes extratos e frações da Physalis angulata

Lin. em diferentes linhagens de células tumorais humana, obtidas por regressão não-

linear.

Extratos

Linhagem celular

CEM HL-60 HCT-8 MCF-7 B16

Hexânico 52,3

(45,0-60,8)

33,1

(29,4-37,1)

67,9

(63,9-72,2)

59,4

(54,8-64,3)

37,2

(27,2-50,7)

Etanólico 7,9

(3,6-17,4)

6,4

(5,3-7,7)

6,4

(5,9-6,9)

5,5

(4,6-6,6)

7,5

(6,4-8,7)

Frações

Hexânica > 50 > 50 > 50 42,04

(38,4-46,0)

> 50

Diclorometano 8,4

(6,9-10,1)

6,1

(5,2-7,1)

3,6

(2,7-4,7)

5,8

(2,2-15,2)

5,2

(4,4-6,2)

Precipitado obtido da

F. diclorometano

< 0,8 < 0,8 < 0,8 < 0,8 < 0,8

Ac. de etila 7,1

(5,4-9,3)

7,9

(6,3-9,9)

6,7

(5,5-8,3)

3,7

(2,5-4,6)

3,6

(2,7-4,9)

Metanólica > 50 > 50 > 50 21,2

(13,1-34,3)

40,1

(35,1-45,8)

Cada amostra foi testada em triplicata, e as análises foram realizadas em duas

determinações. CI

corresponde à concentração que inibe 50% do crescimento celular

(média – Intervalo de confiança)

(µg/mL, Intervalo de confiança).

Fisalina D

/Fisalina F

(***)

1 (1,02)

0,67 (0,67)

1,25 (1,24)

1,10 (1,14)

Fisalina B

/Fisalina F

(***)

2,25 (2,46)

1,07 (1,14)

2,14 (2,28)

2,17 (2,40)

Fisalina B

/Fisalina D

(***)

2,25 (2,41)

1,58 (1,69)

6,26 (6,67)

1,70 (1,83)

2,39 (2,55)

18,85 (20,16)

11,94 (12,79)

6,24 (6,65)

1,96 (2,10)

Fisalina F

µg/mL(µM)

0,28 (0,50)

0,24 – 0,33

0,81 (1,5)

0,67 – 0,97

0,27 (0,50)

0,23 – 0,31

0,28 (0,50)

0,21 – 0,36

Fisalina D

µg/mL(µM)

0,28 (0,51)

0,25 – 0,31

0,55 (1,01)

0,42 – 0,74

0,75 (1,38)

0,67 – 0,85

0,34 (0,62)

0,30 – 0,39

0,43 (0,79)

0,35 – 0,53

0,42 (0,77)

0,28 – 0,63

0,59 (1,08)

0,47 – 0,75

2,43 (4,47)

2,17 – 2,68

0,31 (0,57)

0,25 – 0,37

Fisalina B

µg/mL(µM)

0,63 (1,23)

0,54 – 0,73

0,87 (1,71)

0,59 – 1,29

4,70 (9,21)

2,88 – 7,67

0,58 (1,14)

0,39 – 0,86

1,03 (2,02)

0,98 – 1,08

7,92 (15,53)

6,13 – 10,22

7,05 (13,82)

5,23 – 9,49

15,18 (29,76)

12,46 – 18,50

0,61 (1,20)

0,54 – 0,70

Doxo (**)

µg/mL(µM)

0,02 (0,04)

0,02 – 0,03

0,02 (0,03)

0,01 – 0,02

0,14 (0,24)

0,09 – 0,23

0,01 (0,02)

0,01 – 0,02

0,20 (0,34)

0,17 – 0,24

0,48 (0,83)

0,34 – 0,66

0,10 (0,17)

0,07 – 0,13

0,24 (0,41)

0,21 – 0,27

0,03 (0,06)

0,02 – 0,04

A/B (*)

CEM

HL-60

K-562

HCT-8

MCF-7

MDA-MB

435

MDA-MB

231

PC-3

B-16

Tabela 7 - Atividade citotóxica das fisalinas B, D e F nas linhagens de células tumorais humana. A doxorrubicina foi usada com

pos

vo.

Cada amostra foi testada em triplicata, e as análises foram realizadas em duas determinações. CI

corresponde à concentração que inibe 50% do crescimento celular

(média – Intervalo de confiança) CI

(µg/mL, Intervalo de confiança).

(*) A – Linhagens celulares B - Substâncias (**) Doxorrubicina (***) Nº de vezes mais potente que a substância do numerador

Tabela 8 - Atividade citotóxica das fisalinas E, 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4) e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-

2,3,5,6-tetrahidrofisalina B (PA-4H

) nas linhagens de células tumorais humanas. A doxorrubicina foi usada como controle

positivo.

PA-4 /PA-4H

(***)

13,52

(13,50)

5,29

(5,31)

5,90

(6,10)

22,90

(23,10)

PA-4H

µg/mL (µM)

9,33 (16,20)

6,48 – 13,45

10,70 (18,60)

7,96 – 14,37

3,54 (6,10)

2,28 – 5,49

13,32 (23,10)

11,50 – 15,43

PA-4

µg/mL (µM)

0,69 (1,20)

0,61 – 0,78

2,02 (3,50)

1,54 – 2,65

0,60 (1,00)

0,51 – 0,69

0,58 (1,00)

0,47 – 0,71

PA-5

µg/mL (µM)

> 25

(> 45,90)

> 25

(> 45,90)

> 25

(> 45,90)

> 25

(> 45,90)

Doxo (**)

µg/mL (µM)

0.02 (0.04)

0.02 – 0.03

0.02 (0.03)

0.01 – 0.02

0.01 (0.02)

0.01 – 0.02

0.03 (0.06)

0.02 – 0.04

A/B (*)

CEM

HL-60

Cada amostra foi testada em triplicata, e as análises foram realizadas em duas determinações. CI

corresponde à concentração que inibe 50%

do crescimento celular. (média – Intervalo de confiança) CI

(µg/mL, Intervalo de confiança).

(*) A – Linhagens celulares B - Substâncias

PA-4 - 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B PA-4H

- 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B

(**)Doxorrubicina (***) Nº de vezes mais potente que a substância do numerador

B-16

HCT-8

4.2 Avaliação do potencial antimitótico em ovos de ouriço do mar Lytechinus

variegatus.

O ensaio avaliou o desenvolvimento embrionário do ouriço do mar,

determinando o potencial antimitótico das fisalinas (vitaesteróides) isoladas da Physalis

angulata Lin. Foram avaliadas as fisalinas B, D, E, F, 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-

diidrofisalina B, e a 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B.

As fisalinas B, D, F e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B inibiram o

desenvolvimento embrionário em concentração menor que 52 µM, porém a fisalina D

foi a que teve a menor CI

na 1ª divisão e na blástula, correspondentes a 8,7 µM e 10

µM respectivamente, e na 3ª divisão foi de 13,4 µM, tendo demonstrado o seu elevado

potencial antimitótico. Enquanto a fisalina B mostrou-se a mais ativa na 3ª divisão com

uma CI

correspondente 10,5 µM, valores esses menores do que os encontrados na 5-

α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B e fisalina E; Por outro lado, fisalina 5-α-etóxi-

6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B não apresentou potencial antimitótico, uma vez

que a sua CI

foi maior do que 174 µM em todas as divisões (Tabela 9). Já os

controles doxorrubicina e etoposide tiveram uma CI

de 10,8 e 13,3 na 1ª divisão

respectivamente, valores esses superiores ao encontrado com a fisalina D. Vale ressaltar

que ambos os controles positivos foram mais ativos que as seis fisalinas testadas para a

3ª divisão e blástula.

A ordem decrescente de atividade para as fisalinas na 1

divisão foi: fisalina

D > B > F > 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B > E > 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-

2,3,5,6-tetrahidrofisalina. Na 3ª divisão foi: fisalina B > D > F > 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-

5,6-diidrofisalina B > E > 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B e a na fase

blástula a ordem foi: fisalina D

> F > B > 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B > E

> 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B. A Figura 7, mostra o efeito da

ação das fisalina B (58,8 µM) e D (55,1 µM) correspondente as fases de 3ª divisão e

blástula do desenvolvimento embrionário dos ovos do ouriço. Pode-se observar que as

fisalinas B e D inibiram completamente as clivagens observadas na terceira divisão

evoluindo para ocorrência de divisões anômalas na fase de blástula.

Tabela 9 - Atividade antimitótica das fisalinas D (PA-1/183,0 µM), B (PA-2/195,9 µM),

F (PA-3/189,9 µM), 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4/174,6 µM), E

(PA-5/183,7 µM) e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B (PA-4 H

/ 174,0

µM) no intervalo de concentração de 1 à 100 µg/mL. Os controles positivos

doxorrubicina e etoposide na concentração de 58,0 µg/mL correspondendo (106,7 µM)

para a doxorrubicina e (92 µM) para o etoposide sobre o desenvolvimento embrionário de

ovos de ouriço do mar Lytechinus variegatus, nas fases de 1ª divisão 3ª divisão e blástula

com as CI

e com seus respectivos intervalos de confiança de 95% obtidos por regressão

não-linear.

(PA - 1) - 183,0 (µM*) Fase da divisão CI

µg/mL(µM) IC 95%

1ª Divisão 4,786 (8,70) 3,556 – 6,424

3ª Divisão 7,323 (13,4) 5,579 – 9,613

Blástula 5,498 (10,0) 5,498 – 7,374

(PA - 2) – 195,9 (µM*) Fase da divisão CI

µg/mL(µM) IC 95%

1ª Divisão 6,431 (12,5) 3,405 – 12,15

3ª Divisão 5,308 (10,5) 4,232 – 6,657

Blástula 7,631 (14,9) 6,356 – 9,649

(PA - 3) – 189,9 (µM*) Fase da divisão CI

µg/mL(µM) IC 95%

1ª Divisão 8,284 (15,7) 6,479 – 10,59

3ª Divisão 7,572 (14,3) 5,872 – 9,765

Blástula 7,281 (13,8) 6,077 – 8,723

(PA - 4) – 174,6 (µM*) Fase da divisão CI

µg/mL(µM) IC 95%

1ª Divisão 16,54 (28,8) 10,68 – 25,63

3ª Divisão 29,48 (51,4) 19,24 – 45,17

Blástula 10,51 (18,3) 8,181 – 13,51

(PA - 5) – 183,7 (µM*) Fase da divisão CI

µg/mL(µM) IC 95%

1ª Divisão > 100 (> 183,6)

3ª Divisão 72,28 (132,7) 33,43 - >100

Blástula 15,40 (28,2) 11,55 – 20,55

(PA - 4 H

) – 174,0 (µM*) Fase da divisão CI

µg/mL(µM) IC 95%

1ª Divisão > 100 (174)

3ª Divisão > 100 (174)

Blástula > 100 (174)

(Doxorrubicina) – 106,7 (µM*) Fase da divisão CI

µg/mL(µM) IC 95%

1ª Divisão 6,28 (10,84) 4,34 – 9,09

3ª Divisão 0,34 (0,66) 0,16 – 0,73

Blástula 0,54 (0,94) 0,27 – 1,07

(Etoposide) – 92 (µM*) Fase da divisão CI

µg/mL(µM) IC 95%

1ª Divisão 7,85 (13,34) 1,210 – 48,84

3ª Divisão 0,30 (0,52) 0,200 – 0,460

Blástula 0,85 (1,44) 0,530 – 1,370

(*) – Valor correspondente em µM a 5, 10 e 15 µg para as fisalinas e 58 µg para

doxorrubicina e etoposide.

Figura 7 - Ação das fisalina B (58,8 µM) e D (55,1 µM), correspondente a 30 µg/mL,

isoladas do extrato etanólico de Physalis angulata sobre o desenvolvimento de ovos do

ouriço do mar Lytechinus variegatus. Em A – Controle na terceira divisão, B – fisalina

B, C – fisalina D, D – Controle na blástula, E – fisalina B e F – fisalina D. As

substâncias foram adicionadas 2 min após a fecundação.

4.3 Avaliação da atividade hemolítica em eritrócitos de camundongos Mus musculus

Swiss

Na aplicação metodologia, foi observada ausência de atividade hemolítica

das seis fisalinas nas concentrações testadas na curva (≤ 200 µg/mL ou < 392 µM). Para

este ensaio, foram consideradas ativas aquelas substancias que apresentaram CE

< 200

µg/ml.

4.4 Viabilidade celular pelo método de exclusão do azul de tripan

Nesse ensaio, as células HL-60 foram diferenciadas em células viáveis

(transparente) e células não-viáveis (azul), o que permitiu quantificar a redução da

viabilidade nas células tratadas, sugerindo uma diminuição do crescimento. As fisalinas

B, D, F e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B reduziram de forma significativa o

número de células viáveis em todas as concentrações testadas (5, 10 e 15 µg/mL),

quando comparadas ao controle negativo (p < 0,05). Na concentração de 15 µg /mL

(27,5 µM), a fisalina D foi o composto mais ativo, quando comparada aos controles

negativo e positivo, com redução do número de células viáveis em 98,5 %, e em torno

de 75% o número de células consideradas não viáveis (Figuras 8 e 9), seguida pela

fisalina F 94,5 %, fisalina B 93,3 % enquanto 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina

B reduziu em apenas 64 % (P < 0,05) (Figura 8). A doxorrubicina foi testada como

controle positivo na concentração de 58,0 µg/mL (106,7 µM) causando 85,5 % de

redução no número de células viáveis (Figura 9).

Figura 8 - Avaliação da viabilidade, pelo método de exclusão por azul de tripan, em

células HL-60 controles (C) e tratadas com as frações selecionadas nas concentrações 5,

10 e 15µg/mL. Fisalinas D (PA-1), fisalina B (PA-2), fisalina F (PA-3) e 5-α-etóxi-6-β-

hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4) células viáveis. Os dados correspondem à média ±

E.P.M. de três experimentes independentes. a, p < 0,05 comparado com o controle

negativo por ANOVA seguido por Student Newman Keuls.

Células HL - 60 viáveis

PA-1 PA-2 PA-3 PA-4

Controle (-)

Doxorrubicina

5 µg/mL

10 µg/mL

15 µg/mL

Fisalinas

Nº de células viáveis

(x 10

células/mL)

Figura 9 - Avaliação da viabilidade, pelo método de exclusão por azul de tripan, em

células HL-60 controle (C) e tratadas com as frações selecionadas nas concentrações 5,

10 e 15µg/mL. Fisalinas D (PA-1), fisalina B (PA-2), fisalina F (PA-3) e 5-α-etóxi-6-β-

hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4) células não viáveis. O gráfico apresenta o número

de células não viáveis. (C -), controle negativo e (C +), doxorrubicina 0,3 µg/mL. Os

dados correspondem à média ± E.P.M. de três experimentes independentes. a, p < 0,05

comparado com o controle negativo por ANOVA seguido por Student Newman Keuls.

Células HL - 60 Não Viáveis

PA-1 PA-2 PA-3 PA-4

Controle (-)

Doxorrubicina

5 µg/mL

10 µg/mL

15 µg/mL

Fisalinas

Nº de células não viáveis

(x 10

células/mL)

4.5 Avaliação do padrão de morte celular por apoptose ou necrose

Em relação ao padrão de morte celular estudado neste trabalho, foram

selecionadas apenas as fisalinas B, D, F e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B,

por terem exibido atividade no tocante ao potencial citotóxico das mesmas. A fisalina D

nas concentrações de 5 e 10 µg/mL (9,2 e 18,4 µM respectivamente) apresentou um

padrão dose-resposta para apoptose inicial, sendo verificado um baixo número de

células em apoptose tardia (Figuras 10 A e 12). Na concentração de 15 µg/mL (27,5

µM) verificou-se um grande aumento no número de células em processo de necrose. O

tratamento das células com a fisalina B indicou um número crescente de células

apoptóticas em estágio inicial, segundo as respectivas concentrações de 5 e 10 µg/mL

(9,79 e 19,6 µM, respectivamente), sendo mais evidente esta ação na concentração de

15 µg/mL (29,4 µM), (Figura 10 B e 12). Em relação ao tratamento das células com a

fisalina F nas concentrações de 10 e 15 µg/mL (19,6 e 29,4 µM, respectivamente) foi

observado um elevado número de células em fase inicial de apoptose, enquanto a

concentração de 15 µg/mL (28,5 µM) induziu a uma discreta elevação na quantidade de

células em apoptose tardia e necrose (Figuras 11 A e 13). Por outro lado, a 5-α-etóxi-6-

β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B mostrou uma maior quantidade de células em apoptose

inicial na concentração de 10 µg/mL (17,5 µM), enquanto na concentração de 15 µg/mL

(26,2 µM) foi observado um discreto aumento de células em apoptose tardia e também

em estágio de necrose (Figuras 11 B e 13).

Figura 10 (A) - Efeito da fisalina D (PA-1) e (B) Efeito da fisalina B (PA-2) sobre o

padrão apoptótico em cultura de células da linhagem de leucemia promielocítica (HL-

60). As células foram cultivadas e pré-incubadas com as fisalinas D (PA-1) nas

concentrações de 5, 10 e 15 µg/mL (9,2, 18,4 e 27,5 µM respectivamente) e fisalina B

(PA-2) nas concentrações de 5, 10 e 15 µg/mL (9,7, 19,6 e 29,4 µM respectivamente),

permanecendo em incubação por 24 horas. Doxorubicina (0,3 µg/mL) foi usada como

controle positivo. O padrão apoptótico foi evidenciado pela coloração laranja de

acridina/brometo de etídio. Os experimentos foram realizados em 3 dias diferentes,

sendo contadas 300 células por lâmina. Os valores estão expressos como média ± EPM,

a vs controle, (dentro de cada padrão morfológico) (p < 0.05, ANOVA e teste de

Turkey).

CON

ROL

DOXORRUBICINA

g/mL

PA1 10

100

200

300

viáveis

apoptose inicial

apoptose tardia

necrose

Nº de células/campo

CONTROLE

g/m

100

200

300

viáveis

apoptose inicial

apoptose tardia

necrose

Nº de células/campo

Figura 11 (A) - Efeito da fisalinas F (PA-3) e (B) 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-

diidrofisalina B (PA-4) sobre o padrão apoptótico em cultura de células da linhagem de

leucemia promielocítica (HL-60). As células foram cultivadas e pré-incubadas com as

fisalinas F (PA-3) nas concentrações de 5, 10 e 15 µg/mL (9,5, 19,0 e 28,5 µM

respectivamente) e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4) nas concentrações

de 5, 10 e 15 µg/mL (8,7, 17,5 e 26,2 µM respectivamente), permanecendo em

incubação por 24 horas. Doxorubicina (0,3 µg/mL) foi usada como controle positivo. O

padrão apoptótico foi evidenciado pela coloração laranja de acridina/brometo de etídio.

Os experimentos foram realizados em 3 dias diferentes, sendo contadas 300 células por

lâmina. Os valores estão expressos como média ± EPM, a vs controle, (dentro de cada

padrão morfológico) (p < 0.05, ANOVA e teste de Turkey).

CONT

ROLE

OXORRUBICIN

g/mL

4 10

g/mL

PA4 15

100

200

300

viáveis

apoptose inicial

apoptose tardia

necrose

Nº de células/campo

NTR

DOXOR

UBICINA

g/mL

PA3 5

g/mL

3 10

PA3 15

100

200

300

viáveis

apoptose inicial

apoptose tardia

necrose

Nº de células/campo

Figura 12 – Efeito das fisalinas B (PA-2) 5,10 e 15 µg/mL (9,7, 19,6 e 29,4 µM);

fisalina D (PA-1) 5, 10 e 15 µg/mL (9,2, 18,4 e 27,5 µM), doxorrubicina 0,3 µg/mL (5,5

µM) sobre o padrão apoptótico em cultura de células da linhagem linfocítica HL-60.

Após 24 horas do tratamento o padrão apoptótico foi avaliado pela técnica da laranja de

acridina/brometo de etídio. Seta larga fechada ( ) :corpúsculos apoptóticos, seta larga

aberta ( ): células necróticas. Microscópio de fluorescência (40 X).

Controle

Doxorrubicina

PA-1 (5)

PA-1 (10)

PA-1 (15)

PA-2 (5)

PA-2 (10)

PA-2 (15)

PA-2 (10)

Figura 13 – Efeito das fisalinas F (PA-3) 5, 10 e 15 µg/mL (9,5, 19 e 28,5 µM); 5-α-

etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (PA-4) 5, 10 e 15 µg/mL (8,7, 17,5 e 26,2 µM),

doxorrubicina 0,3 µg/mL (5,5 µM) sobre o padrão apoptótico em cultura de células da

linhagem linfocítica HL-60. Após 24 horas do tratamento o padrão apoptótico foi

avaliado pela técnica da laranja de acridina/brometo de etídio. Seta larga fechada ( )

:corpúsculos apoptóticos, seta larga aberta ( ) : células necróticas. Microscópio de

fluorescência (40 X).

PA-3 (5)

Controle

Doxorrubicina

PA-3 (10)

PA-4 (5)

PA-3 (15)

PA-4 (10)

PA-4 (15)

4.6 Determinação da atividade antitumoral (in vivo)

A atividade antitumoral in vivo das fisalinas B e D foram determinadas

utilizando o modelo experimental do Sarcoma 180 transplantados em camundongos

Mus musculus Swiss. Foi observado que ambas as fisalinas B e D inibiram o

crescimento tumoral de forma significativa. No 10º dia após o implante das células de

Sarcoma 180, os tumores foram retirados e em seguida, realizado o processo de

pesagem. O peso dos tumores para os camundongos do grupo controle (salina) foi de

3,42 ± 0,24g, enquanto na presença da fisalina B foi de 1,90 ± 0,40 e 1,68 ± 0,24g para

as doses de 10 e 25 mg/kg/dia/ respectivamente; O tratamento dos animais com a

fisalina D mostrou valores de 1,86 ± 0,47 e 1,89 ± 0,29 g para as mesmas dosagens

realizadas com a fisalina B. Os percentuais para inibição do crescimento tumoral foram

de 44,44 % na dose de 10 mg/kg e 50,87% na dose de 25 mg/kg para a fisalina B,

enquanto a fisalina D inibiu em 45,61 e 44,73% nas mesmas doses respectivamente

(Figura 14 e Tabela 10). Dessa maneira, não ocorreu nenhuma diferença significativa

entre as fisalinas nas diferentes doses testadas. Já o 5 fluorouracil (5-FU, 25mg/kg),

induziu uma inibição tumoral de 71,05% no tumor no sarcoma 180 (Tabela 10).

Após o tratamento com as fisalinas B e D (25 mg/kg), o peso dos rins estava

reduzido significativamente (p < 0.05), enquanto o peso dos fígados e baços não

mostrou diferença em nenhuma das doses utilizadas (10 e 25mg/kg) (Tabela 10). Porém

com o 5-Fluorouracil todos os pesos dos órgãos foram reduzidos significativamente (p <

0,05) em relação ao controle (Tabela 10).

Tabela 10 - Determinação dos pesos dos órgãos (fígado, rins e baço) e do percentual de

inibição tumoral dos animais tratados com o 5-Fluorouracil (25 mg/kg), fisalinas: B e D (10 e

25 mg/kg), durante 7 dias consecutivos (n = 10). (

representa p < 0,05).

Droga Dose

(mg/Kg/dia)

Fígado

(X ± E.P.M)

(g)

Baço

(X ± E.P.M)

(g)

Rins

(X ± E.P.M)

(g)

Tumor

(X ± E.P.M)

(g)

Inibição

Tumoral

(%)

C (*)

2,00 ± 0,13 0,29 ± 0,02 0,42 ±0,02 3,42 ± 0,24

- 10

5-FU

1,53 ± 0,10

0,16 ± 0,02

0,32 ± 0,01

0,99 ± 0,25

71,05 8

Fisalina

1,87 ± 0,08 0,28 ± 0,03 0,40 ± 0,01 1,90 ± 0,40

44,44 11

1,81 ± 0,09 0,25 ± 0,03 0,31 ± 0,01

1,68 ± 0,24

50,87 9

Fisalina

1,89 ± 0,09 0,32 ±0,04 0,40 ± 0,02 1,86 ± 0,47

45,61 11

1,76 ± 0,12 0,29 ± 0,02 0,35 ± 0,02

1,89 ± 0,29

44,73 8

Os dados estão apresentados como a média ± erro padrão da media S.E.M. para um n de

experimentos. Diferenças significantes para o grupo controle foram avaliadas por ANOVA

seguido por Student Newman Keuls: um, p < 0,05. (*) controle negativo.

25 25

(mg/Kg)

C 10 25

Volume Tumoral (g)

5-FU

Fisalina B

Fisalina D

Figura 14 - Determinação do volume tumoral nos animais inoculados com o tumor

Sarcoma 180, após 7 dias de tratamento com 5-Fluorouracil (25 mg/kg), fisalinas B e D

(10 e 25mg/kg), Os valores correspondem à média ± E.P.M. de dez animais. (

representa p < 0,05) comparado com o grupo controle negativo por ANOVA seguido

por Student Newman Keuls.

4.7 Avaliação da atividade proliferativa pelo método imunohistoquímico com Ki67

Ki67 é um marcador para proliferação de células tumorais. Utilizou-se este

marcador para análise em tumores removidos dos animais controle, tratados com 5-FU

(25 mg/kg), fisalina B (25 mg/kg) e fisalina D (25 mg/kg), os quais foram sacrificados

no 10º dia após o inicio do experimento.

Observou-se uma marcação nuclear eficaz e com boa preservação de

detalhes morfológicos em todas as secções de tumores marcados com o anticorpo Ki67.

Em algumas das amostras examinadas, foi possível destacar células em mitose, além de

uma positividade citoplasmática forte. A Figura 15 mostra a quantidade de células

positivas marcadas com Ki67, onde podemos observar um número relativo de células

tumorais positivas para Ki67. Foi observado que os tumores analisados dos grupos

tratados com 5-FU, fisalina B e fisalina D, apresentaram uma quantidade de células

positivas correspondentes a 1,2; 3,0 e 1,8 respectivamente. Esse percentual foi

substancialmente menor quando comparado com os tumores do grupo controle, tendo a

fisalina D percentual semelhante ao 5-FU, não havendo diferença significativa (p

<0.05).

* *

Controle

Fisalina B

5-FU

Fisalina D

Células positivas para Ki67/campo

Figura 15 – Detecção do anticorpo Ki-67 sobre as células tumorais de Sarcoma 180

tratadas com 5-FU, fisalina B e fisalina D (25 mg/kg/dia) durante 7 dias de tratamento.

Os valores correspondem à média ± E.P.M. da contagem de células Ki67 positivas de 4-

6 campos/ tumor. a, p < 0,05 comparado com o grupo controle negativo por ANOVA

seguido por Student Newman Keuls.

4.8 Avaliação histopatológica de órgãos e tumor

As análises histopatológicas dos rins de animais tratados com as fisalinas B e

D mostraram discretas alterações no epitélio tubular proximal, com preservação da

estrutura glomerular. As alterações epiteliais observadas são sugestivas de

reversibilidade, não indicando quadro de nefrotoxicidade. Por outro lado, a análise

histopatológica do fígado demonstrou moderada toxicidade frente as fisalinas em ambas

as doses, sendo que a B (Figura 16 C) apresentou mudanças histológicas mais

significativas quando comparadas ao tratamento com a fisalina D em ambas as doses.

Tais aspectos histológicos incluíram hiperplasia das células de Kupffer, áreas de

congestão venosa centrolobular, infiltrado local de células inflamatórias crônicas,

intensa tumefação turva de hepatócitos, graus variados de esteatose em microgotas e

hemorragia sinusoidal (Figura 16 D).

Em relação aos animais tratados com 5-Fluorouracil (5-FU), resultou em

intensa diminuição dos pesos do fígado, baço e rim (p < 0.05; Figura. 16 B e Tabela 10).

As análises histopatológicas realizadas nos rins após tratamento com 5-FU

apresentaram discretas áreas de tumefação turva do epitélio tubular. Enquanto no fígado

foram observadas: congestão da veia portal e da veia centrolobular, tumefação turva dos

hepatócitos (indicando intenso trabalho do fígado para a metabolização da droga),

hiperplasia das células de Kupffer, além de muitos focos inflamatórios. Estas alterações

indicam discreta hepatotoxicidade, porém de natureza reversível.

Os animais do grupo controle apresentaram o rim com estrutura glomerular

preservada e sem maiores peculiaridades. Em relação ao fígado foram observados focos

inflamatórios, trechos com tumefação turva dos hepatócitos e hiperplasia das células de

Kupffer.

As análises histopatológicas dos tumores retirados de camundongos do

grupo controle negativo mostraram neoplasia constituída por células redondas e

poligonais, com núcleos hipercromáticos, exibindo por vezes binucleação e graus

variados de pleomorfismo celular e nuclear (Figura 17 C). Foram visualizadas mitoses,

invasão muscular. Nos tumores dos animais tratados com 5-FU, fisalinas B e D as áreas

de necrose de coagulação eram mais extensas do que as observadas no grupo controle,

demonstrando morte celular (Figuras 17 B, 17 C e 17 D).

A B

Congestão Portal

Figura 16 – Histopatologia dos fígados de camundongos transplantados com células

tumorais de Sarcoma 180, tratados com: (A) Grupo controle; (B) Grupo tratado com 5-

FU (25 mg/kg); (C) Grupo tratado com Fisalina B (25 mg/kg); (D) Grupo tratado com

Fisalina D (25 mg/kg). Esteatose microvesicular induzida pelo tratamento com fisalina

B, mostrado no detalhe da Fig C. As setas em preto mostram hiperplasia das células de

Kupffer. As setas em branco apresentam degeneração de hepatócitos (40X).

Necrose

C D

Células tumorais

Necrose

Necrose Células tumorais

Figura 17 – Histopatologia de células tumorais de Sarcoma 180 removidas no 10° dia

após tratamento com (A) Tumor não tratado, (B) tratamento com 5-FU (25 mg/kg/dia),

(25 mg/kg/dia).

5 DISCUSSÃO

As plantas têm sido a principal fonte altamente efetiva na obtenção de

drogas para o tratamento de muitas formas de câncer. Os compostos freqüentemente

isolados de plantas podem não servir como as drogas, porém servem de caminhos para o

desenvolvimento de novos agentes com potencial terapêutico. Como novas tecnologias

foram desenvolvidas, alguns dos agentes que falharam precocemente em estudos

clínicos tem se tornado alvos de interesse na busca de renovadas ferramentas

farmacológicas (CRAGG; NEWMAN, 2005).

A habilidade para ligar os agentes a carreadores de moléculas dirigidas para

tumores específicos apresenta-se como promessa altamente efetiva de alvos de produtos

naturais citotóxicos para os tumores tentando evitar os possíveis efeitos colaterais

tóxicos em tecidos saudáveis. Com a rápida identificação de novas proteínas, as quais

têm significante efeito regulatório no ciclo de progressão de células tumorais, e a

conversão destas nos alvos para screening, moléculas isoladas de plantas e outros

organismos naturais estão provando ser importantes fontes de novos inibidores da ação

destas proteínas chave, e possuem o potencial para desenvolvimento de agentes

anticâncer seletivos (CRAGG; NEWMAN 2005).

A Physalis angulata é uma erva amplamente distribuída ao longo do Brasil,

possuindo grande valor popular devido a suas propriedades medicinais informadas,

inclusive atividade de anticâncer (CHIANG et al., 1992a, 1992b; TOMASSINI et al.,

2000; LORENZI et al., 2002; SOARES et al., 2003; WU et al., 2004). Seus extratos tem

sido objeto de diversos estudos biológicos como antimicrobiano, antiinflamatório,

imunomoduladora, antitumoral, tripanossomicida, antihepatoma, antinociceptivo etc.

(TOMASSINI et al., 2000; CHOI; HWANG, 2003; WU et al., 2004). Este amplo

espectro de atividades é sem dúvida uma conseqüência da grande diversidade estrutural

e funcionalização apresentada pelos vitaesteróides, lactonas esteróidais as quais são

consideradas marcadores quimiotaxonômico, não só do gênero Physalis, como de

outros gêneros da família Solanaceae (CÁRDENAS et al., 1994). O reputado potencial

biológico apresentado pelos extratos de P. angulata Lin. tem sido atribuído as fisalinas,

constituintes químicos majoritários.

As lactonas sesquiterpênicas esteroidais são grupos de metabólitos

secundários, que apresentam potencial para utilização na medicina, evidenciando-se as

atividades citotóxica e antitumoral, antibacteriana, antiinflamatória, antimalárica,

antifúngica, além de efeitos no sistema nervoso central e cardiovascular (RÜNGELER

et al., 1999). Neste grupo de substâncias destacam-se os vitaesteróides. Os

vitaesteróides são substâncias que reproduzem o esqueleto intacto ou modificado do

ergostano, possuindo função lactônica no carbono C-26 (VASINA, et al., 1986;

PURUSHOTHAMAN et al., 1988). Estes derivados do ergostano são constituintes

polioxigenados presentes, preponderantemente, nas espécies de Solanaceae

(TOMASSINI et al., 2000).

O presente trabalho avaliou, inicialmente, a citotoxicidade dos extratos de P.

angulata, num painel de cinco linhagens de células tumorais. Essa determinação tem se

mostrado eficaz na descoberta de novos agentes antitumorais (CRAGG; NEWMAN,

2005). A análise citotóxica in vitro tem provado ser eficiente na prospecção de potentes

agentes antitumorais, entretanto alguns compostos somente tornam-se ativos após

formação de metabólitos, sendo, portanto efetivos após testes in vivo, a exemplo da

ciclofosfamida, que mostra atividade após ser transformada em metabólitos alquilantes

ativos pelas enzimas microssomais do fígado (DOLFINI et al., 1973; CHING et al.,

1991).

Nesse estudo a determinação da atividade das enzimas mitocondriais foi

utilizada como ferramenta para se determinar a viabilidade celular, sendo um ótimo

modelo para avaliar o potencial citotóxico de substâncias (GUANGJUN et al., 2002). A

determinação do potencial citotóxico foi avaliada em dois extratos da P. angulata,

sendo um hexânico e outro etanólico. O extrato hexânico apresentou baixa

citotoxicidade frente às linhagens estudadas, cuja CI

foi > 30 µg/mL, por outro lado o

extrato etanólico apresentou uma CI

< 8,0µg/mL em todas as linhagens celulares, o

que determinou o seu elevado potencial citotóxico (Tabela 6). Uma vez que foi

considerado extrato com potencial citotóxico, aquele que apresentou CI

menor que 20

µg/mL, em mais de duas linhagens estudadas (FÁVARO, 1990), foi priorizado o estudo

químico e farmacológico do extrato etanólico (Fluxograma 3).

Os resultados iniciais obtidos em nossa pesquisa concordam com dados

prontamente publicados para esta espécie, cujos principais fitocompostos isolados

foram fisalinas B, D, E e F descritos por Row et al. (1978a, 1978b) em seu trabalho

“New physalis from Physalis angulata and Physalis lancifolia. Part1 Physalins from

Physalis angulata and Physalis lancifolia.” Inicialmente, Chiang et al. (1992a, 1992b),

demonstraram que o extrato etanólico de P. angulata Lin. possui atividade citotóxica

em várias linhagens leucêmicas, incluindo a HL-60 utilizada no presente estudo, bem

como contra tumores sólidos, cujas CI

variam de 3,63 a 10 µg/mL nas células HeLa

(útero) e Calu (pulmão), respectivamente. Recentemente, Wu et al. (2004),

demonstraram que o extrato etanólico de P. angulata e P. peruviana inibiram o

crescimento de linhagens de células tumorais de fígado humano, com CI

variando de

10,67 a 41,60 µg/mL para Hep G2 e PLC/PRF/5, respectivamente.

Estudos prévios já tinham demonstrado que fisalina B (PA-2), mas não

fisalina D (PA-1), foi citotóxica para um painel de células tumorais em cultura

(CHIANG et al., 1992a, 1992b). Em nosso estudo, foi mostrado que as fisalinas B, D,

F, 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina

B hidrogenada foram citotóxicas de maneira concentração dependente, principalmente

com as fisalinas B, D e F, frente a um painel de 4 linhagens celulares (CEM, HL-60,

HCT-8, B16).

Posteriormente as fisalinas B e D foram avaliadas em mais 5 linhagens

celulares, (K-562, MCF-7, MDA-MB 231, MDA-MB 435, PC-3), tendo identificado

que a D foi a mais citotóxica frente as linhagens estudadas, não tendo porém

demonstrado citotoxicidade para a PC-3.

As propriedades citotóxicas e antitumorais das fisalinas e vitanolídeos tem

sido intensivamente investigadas por: Kupchan et al. (1969); Tomassini et al. (2000);

Minguzzi et al. (2002); Veras et al. (2004). Vários estudos têm demonstrado que a

presença da dupla ligação entre os carbonos C-2 e C-3 no anel A (Figura 3) é

fundamental para essas ações (TOMASSINI et al., 2000; VERAS et al., 2004). Esse

fato corrobora com os nossos achados citotóxicos, uma vez que as fisalinas B, D, F e 5

diidrofisalina B foram citotóxicas, tendo as mesmas em sua estrutura a presença da

dupla ligação entre os carbonos C-2 e C-3 do anel A (Tabela 4).

Por outro lado, com o intuito de determinar a importância da dupla ligação

presente entre os carbonos C-2 e C-3 contidos no anel A da estrutura (Tabela 4), foi

realizada uma reação de hidrogenação a partir do composto 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-

diidrofisalina B originando um componente semi-sintético 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-

diidrofisalina B hidrogenada, que não apresentava mais a dupla ligação (VERAS et al.,

2004; TOMASSINI et al., 2000). O composto semi-sintético obtido mostrou-se menos

ativo frente às linhagens das células tumorais estudadas, quando comparado ao

composto original (Tabela 8). Este resultado mostra-se de acordo com os achados de

Makino et al. (1995), demonstraram a ausência de atividade antitumoral da fisalina L

por não possuir este pré-requisito estrutural (Fluxograma 2).

Vale ressaltar, que apesar da fisalina E possuir uma dupla ligação no anel A

entre os carbonos 2 e 3 (Figura 3 e Tabelas 7 e 8), não exibiu potencial citotóxico. Isso

nos mostra que a presença da dupla ligação contida entre os carbonos C-2 e C-3 do anel

A da estrutura das fisalinas (Figura 3), realmente possui importância para o potencial

citotóxico das substâncias. Porém a presença da dupla ligação entre os carbonos C-2 e

C-3 do anel A na estrutura das fisalinas não deve ser considerada a única evidência

primordial envolvida com o potencial citotóxico destes compostos.

Esse fato foi confirmado por Antoun et al. (1981), quando demonstrou que o

anel epóxido localizado entre os carbonos 5 e 6 das fisalinas também era responsável

por aumentar a atividade antitumoral. Isto pôde ser observado na fisalina F (Tabela 4),

a qual foi potencialmente citotóxica, cuja CI

foi < 1,5µM em quatro linhagens

celulares testadas. Além disso, a fisalina D mostrou-se a mais citotóxica quando

comparada as outras fisalinas na linhagens: CEM, HL-60, HCT-8 e B-16 (Tabela 7),

apresentando CI

< 1,0µM, tendo na sua estrutura a presença de grupos hidroxilas nos

carbonos C-5 e C-6 sendo possivelmente um fator determinante para seu elevado

potencial citotóxico, mostrando-nos novamente que não só a dupla ligação entre os

carbonos C-2 e C-3 é fundamental.

Estudos anteriores acerca da relação estrutura-atividade antileucêmica das

fisalinas B (PA-2) e F (PA-3) sugerem que a primeira seria menos ativa, e que isso

poderia ser em decorrência da presença da dupla ligação entre C-5 e C-6 (CHIANG et

al., 1992b), esses achados refletem aos encontrados por nós, já que a fisalina F foi mais

citotóxica quando comparada à fisalina B nas linhagens leucêmicas CEM, HL-60, isso

decorre possivelmente pela presença de um grupamento epóxido entre os carbonos C-5

e C-6 na estrutura da fisalina F (Tabela 4).

Nesse estudo comparativo, podemos verificar que a presença do grupamento

epóxido entre os carbonos C-5 e C-6 da estrutura da fisalina F mostrou ser mais efetivo

do que a dupla ligação apresentada pela fisalina B nos respectivos carbonos, sugerindo

que o epóxido presente na fisalina F é uma espécie eletrofílica capaz de ligar-se de

forma irreversível a proteínas e ácidos nucléicos nas células podendo contribuir para a

morte celular (LEE; HOUGHTON, 2005).

De fato a fisalina B também foi citotóxica, pois, a dupla ligação presente

nesses carbonos, podem ser um possível sítio de oxidação formando espécies reativas e

epóxidos eletrofílicos (GIBSON; SKETT, 2001). Enquanto, a fisalina D que foi tão

citotóxica quanto a F possui dois grupamentos hidroxilas entre nos carbonos C-5 e C-6.

Tais grupamentos são considerados potencialmente reativos e tóxicos quando na forma

de radicais livres, sendo causadores de danos em estruturas celulares (SLATER et al.,

1995).

Na tentativa de esclarecer os mecanismos envolvidos na citotoxicidade das

fisalinas B e D, testamos esses compostos no desenvolvimento embrionário de ovos de

ouriço e em eritrócitos de camundongos. O ensaio com os ovos de ouriço do mar, de

metodologia bastante simplificada, é um modelo alternativo de um sistema celular que

dispensa qualquer tipo de meio de cultura especial ou aparelhagem sofisticada,

amplamente utilizado no estudo de drogas com efeitos citotóxicos, teratogênicos e

antitumoral (JACOBS; WILSON, 1986). Assim como ocorre em células tumorais, os

ovos dividem-se rapidamente e apresentam uma sensibilidade seletiva a certos tipos de

drogas, Munro et al. (1987), além de uma série de peculiaridades no seu ciclo de

desenvolvimento que o torna bastante elucidativo no estudo de drogas com potencial

antitumoral. De acordo com Munro et al. (1987), compostos que inibem a mitose em

ovos de ouriço do mar devem ser, a seguir, estudados em teste in vivo, pois os

resultados com esse bioensaio são bastante confiáveis. A inibição da divisão celular

pode estar relacionada a vários eventos envolvidos no processo, como síntese de ácidos

nucléicos (DNA e RNA), síntese protéica e polimerização de microtúbulos. No

bioensaio do ouriço do mar, esses processos podem muitas vezes serem analisados

individualmente (FUSETANI, 1987).

Compostos que inibem a síntese de DNA podem mostrar seus efeitos desde a

primeira clivagem, quando há um pico de produção de DNA (HAMMEL et al., 1995).

No entanto, também foi observado que, em alguns casos, ovos tratados com drogas com

este específico mecanismo de ação continuam a se dividir umas oito ou nove vezes

antes de morrer. Os efeitos de inibidores da síntese de DNA foram descritos como

retardo no desenvolvimento e o surgimento de blastômeros com tamanhos variados

numa única célula (FUSETANI, 1987).

A síntese de RNA, por sua vez, não ocorre nas primeiras divisões dessas

células, sendo todo o RNA utilizado na síntese protéica proveniente do gameta feminino

(BRANDHORST, 1985). Drogas como a actinomicina D, que bloqueiam este processo

somente inibem o desenvolvimento embrionário do ouriço a partir do estágio mórula,

quando novo RNA é sintetizado (FUSETANI, 1987). A actinomicina D liga-se a

radicais de guanina no DNA e bloqueia o movimento da RNA polimerase, impedindo,

assim, a transcrição do DNA (CHABNER et al., 2001).

Compostos que atuam no fuso mitótico da célula inibem, tão logo, a primeira

clivagem dos ovos. O tratamento com citocalasina B, um inibidor da polimerização dos

microfilamentos, induz ao aparecimento de embriões unicelulares polinucleados.

Manchas circulares esbranquiçadas, correspondentes à região nuclear, interrompem a

homogeneidade do citoplasma e aparecem duplicadas, quadruplicadas ou em maior

número numa única célula, padrão que pode ser facilmente observado ao microscópio

óptico. Isso sugere que houve a duplicação do núcleo sem a divisão do citoplasma

(FUSETANI, 1987).

Pela observação ao microscópio dos ovos tratados com as fisalinas B, D, E,

F, 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-

tetrahidrofisalina B, foi possível constatar que estes se apresentavam com citoplasma

homogêneo, sendo a inibição observada a partir da 1ª primeira divisão com

principalmente com fisalina D e a partir da 3ª terceira divisão inicialmente com a

fisalina B, e semelhantemente com as fisalinas D e F (Figuras 6, 7 e Tabela 9). Este

padrão está de acordo com Fusetani (1987), o qual sugere que a fisalina D poderá estar

agindo na polimerização de microtúbulos ou na síntese de DNA, um vez que,

interrompeu o desenvolvimento embrionário desde a primeira divisão celular. Enquanto

as fisalinas B e F poderão estar interferindo na síntese de ácidos nucléicos (RNA e

DNA) por estarem interferindo na terceira divisão do desenvolvimento embrionário.

Para verificar se a citotoxicidade às células tumorais estava envolvida com a

lise da membrana plasmática, um ensaio de atividade hemolítica foi realizado com

eritrócitos de camundongos, os quais possuem grande semelhança com os eritrócitos

humanos, principalmente quanto à sensibilidade (COSTA-LOTUFO et al., 2002). A

ausência de atividade hemolítica foi observada para todas as fisalinas testadas, na

concentração de 200 µg/mL, sugerindo possivelmente que o mecanismo de atividade

citotóxica desempenhado por estas substâncias, não esteja relacionado à indução de

dano na membrana plasmática, mais sim devido a sua possível interferência com o

DNA.

Essa interferência poderia estar levando ao fenômeno de morte celular, o

chamado processo apoptótico, o qual é de fundamental importância para a homeostase

em vários sistemas biológicos, desempenhando um papel essencial no na regulação da

resposta as drogas citotóxicas e na eliminação das células senecentes. A apoptose é

identificada por uma série de alterações morfológicas na célula: diminuição do volume

celular, perda de contato, condensação da cromatina, fragmentação do DNA e alteração

no potencial transmembrânico da mitocôndria (NAKAMURA et al., 2002; SIRAKI et

al., 2002; YANG et al., 2003, KUMMAR et al., 2005). Drogas que induzem morte

celular por apoptose em linhagens de células tumorais podem ser úteis na quimioterapia

(ZAMAI et al., 2001; BRADY 2004). A necrose ocorre por uma ação rápida da droga

na célula e é caracterizada pelo aumento do volume celular inicial e perda da

integridade da membrana plasmática, Darzynkiewicz et al. (1992), sendo

freqüentemente atribuída a diversas perturbações metabólicas ou mesmo oriunda de

injúrias mecânicas, onde há uma rápida desestabilização da membrana plasmática,

sendo relacionada com a resposta inflamatória sem atentar à sua função fisiológica.

Assim, a viabilidade celular por integridade da membrana plasmática foi

verificada pela incorporação do brometo de etídio e laranja de acridina, os quais foram

analisados em microscopia de fluorescência, onde, neste caso o brometo de etídio não

consegue atravessar a membrana intacta, penetrando apenas em células que apresentam

dano parcial ou total na membrana celular, característico respectivamente de apoptose

tardia e necrose, ligando-se ao DNA e emitindo fluorescência vermelha após incubação

das células HL-60 com as fisalinas B, D, F e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B.

A laranja de acridina penetra na membrana plasmática mesmo que intacta, corando

principalmente células normais e em apoptose inicial e parcialmente células em

apoptose tardia com fluorescência verde.

Desse modo, o tratamento de células da linhagem leucêmica HL-60 com as

fisalinas B, D, F e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B nas concentrações de 5, 10

e 15 µg/mL levaram a um aumento no número de células em apoptose inicial, necrose e

em menor magnitude, apoptose tardia. Esses dados enfatizam os resultados previamente

descritos por Ueda et al. (2002); Jin et al. (2002), os quais sugerem que algumas

substâncias podem agir como oxidantes e pró-oxidantes indutores de apoptose e/ou

necrose. De forma semelhante, as fisalinas: B, D, F e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-

diidrofisalina B, podem estar agindo. Enfim, contínuos esforços têm sido desenvolvidos

para determinar se as fisalinas induzem a morte celular por apoptose ou necrose já que,

50 µg/mL de extrato etanólico de Physalis peruviana e da P. angulata, após 48 horas

de incubação com as células Hep G2 humanas, induziram apoptose (CHIANG et al.,

1992a, 1992b; ISMAIL; ALAM 2001; WU et al., 2004).

Em decorrência dos achados previamente descritos por Chiang et al. (1992a,

1992b); Ismail e Alam (2001); Wu et al. (2004), assim como também Ueda et al.

(2002); Jin et al. (2002) pode-se sugerir que a mitocôndria desempenha um grande

papel no processo apoptótico induzida pelo estresse oxidativo, especulando-se ainda que

o efeito pró-apoptótico de alguns compostos, como as fisalinas, por exemplo, podem

Ter como alvo a mitocôndria, visto que os esteróides (vitaesteróides), em oposição aos

flavonóides podem afetar a integridade mitocondrial por modular a homeostase do

cálcio e assim induzirem a apoptose (ISHIGE et al., 2001).

O ensaio de viabilidade celular por exclusão pelo azul de tripan é um ensaio

que quantifica as células capazes de drenar o corante ácido azul de tripan para fora da

célula em contraposição àquelas que não possuem essa capacidade. A absorção deste

corante é um forte indicativo de dano na membrana plasmática que culmina na morte

celular e fornece uma resposta sobre a viabilidade através da comparação do padrão de

crescimento das células tratadas e não tratadas pela contagem diferencial de células

viáveis e não viáveis (CHAROENPORNSOOK et al., 1998; HYNES et al., 2003;

MINERVINI et al., 2004).

Os resultados verificados no teste de exclusão por azul de tripan corroboram

satisfatoriamente com aqueles encontrados no ensaio do MTT. A partir das CI

encontradas em células HL-60 foram utilizadas as concentrações (5, 10 e 15 µg/mL)

para as fisalinas B, D, F e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B. Foi observado

uma redução significativa na contagem de células viáveis, para as concentrações

anteriormente citadas. Sendo este efeito bem pronunciado para a fisalina D (15 µg/mL).

Sabendo que o teste de exclusão por azul de tripan avalia o efeito direto de drogas sobre

as linhagens celulares em estudo, enquanto o teste do MTT analisa o metabolismo

celular de forma colorimétrica, nossos achados mostraram que a fisalina D foi a mais

ativa tanto no teste do MTT quanto no teste de exclusão pelo azul de tripan,

apresentando as menores CI

Todavia, a análise realizada em células não viáveis no teste de exclusão por

azul de tripan, não foram observadas muitas alterações, sendo que estas células foram

afetadas apenas na maior concentração 15 µg/mL para as fisalinas B (29.4 µM), D (27.5

µM), F (28.5 µM), 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B (26.2 µM). As CI

determinadas para cada uma das frações incubadas com as células HL-60 por 72 horas,

pelo teste do MTT foram de 2 a 4 vezes menores que aquelas obtidas com a incubação

por 24 horas (dados não mostrados). Isso demonstra que o aumento do tempo de contato

com as frações intensifica o efeito tóxico.

Na busca de reforçar os resultados in vitro foi realizado o teste de atividade

antitumoral in vivo, uma vez que os compostos citotóxicos in vitro podem ou não ser

ativos in vivo.

Apesar de muitos trabalhos terem enfocado o potencial anticâncer de

Physalis angulata Lin. e de seus fitocompostos isolados, poucos são os relatos de

trabalhos científicos, relacionados a esta espécie vegetal que demonstrem atividade in

vivo utilizando tumores sólidos. Neste trabalho, foi avaliada a atividade antitumoral das

fisalinas B e D em camundongos os quais foram inoculados com células tumorais de

sarcoma 180. O Sarcoma 180 é um tumor de origem murina e uma das linhagens

celulares mais freqüentemente utilizadas em pesquisas in vivo para atividade

antitumoral (ITO et al., 1997; LEE et al., 2003).

Tanto a fisalina B quanto a fisalina D inibiram o crescimento celular, tendo a

fisalina B regredido o tumor em 50.87% na dose de 25 mg/Kg e a fisalina D na mesma

dose em 44,73%, não tendo demonstrado diferença entre eles. A atividade antitumoral

in vivo para fisalina B foi demonstrada inicialmente em modelos de leucemia in vivo

(ANTOUN et al., 1981; CHIANG et al., 1992a). A atividade antitumoral foi constatada

também nos nossos resultados com o sarcoma 180. Porém, este é o primeiro relato da

atividade antitumoral in vivo para a fisalina D, onde seu potencial antitumoral foi

demonstrado, porém não de maneira dose dependente. Vale enfatizar, que a atividade

citotóxica obtida com as fisalinas B e D frente às linhagens celulares em ensaios in vitro

mostraram-se presentes com os resultados obtidos nos ensaios de atividade antitumoral

in vivo.

Além disso, alguns achados foram identificados através do ensaio

imunohistoquímico, onde utilizou um anticorpo de proteínas nucleares de células em

proliferação, a determinação da taxa de proliferação das células tumorais foi

quantificada. O anticorpo monoclonal Ki-67, descrito por Gerdes et al. (1983),

identifica um antígeno nuclear associado com as fases G1, S, G2 e M do ciclo celular.

Esta molécula é expressa ao longo de todo o ciclo celular, menos em G0 e início de G1

(GERDES et al.,1983). Assim, resultados obtidos pela marcação com Ki67 mostraram

que as atividades antitumorais de ambas as fisalinas B e D estão associadas com uma

redução na taxa de proliferação tumoral, possivelmente interferindo em uma das fases

G1, S, G2 e M do ciclo celular. É importante destacar que esta interferência no ciclo

celular, causado pelas fisalinas foi semelhante aos achados de inibição de proliferação

descritos por Wu et al. (2004), ocasião na qual foi demonstrada que após tratamento de

48 horas com o extrato etanólico da P. peruviana, células da linhagem HepG2

acumulavam-se na fase G1 do ciclo, enquanto uma diminuição no número de células na

fase S foi observada.

As análises histopatológicas dos órgãos removidos de animais tratados

sugerem que o fígado pode ser considerado como alvo em potencial da toxicidade das

fisalinas. As alterações hepáticas observadas após o tratamento com as fisalinas B e D

foram analisadas e consideradas como modificações de caráter reversível (McGEE,

1992; SCHEUER et al., 2000; KUMMAR et al., 2004); A fisalina B mostrou tendência

a uma maior toxicidade, pelo fato de promover esteatose microvesicular acompanhada

por tumefação turva de hepatócitos, enquanto a fisalina D mostrou alterações hepáticas

semelhantes, porém em menor intensidade que os efeitos apresentados pela fisalina B.

Sugere-se que essa indução do dano causado pela hepatotoxicidade intrínseca in vivo

ocorre quando é considerada a quantidade da dose administrada. A remoção das drogas

ou ajuste na dosagem normalmente poderá conduzir a uma melhora rápida (SCHEUER

et al., 2000). Além disso, os animais tratados com 5-FU também apresentaram

hiperplasia das células de Kupffer, o que sugere a toxicidade da droga (KUMMAR et

al., 2004). Muitos achados em biópsias sugerem que as drogas devem ser consideradas

como uma possível causa de qualquer lesão in vivo (SCHEUER et al., 2000).

As observações histopatológicas dos rins de animais tratados com as

fisalinas B e D mostraram discretas alterações no epitélio tubular proximal, com

preservação da estrutura glomerular. As alterações epiteliais observadas são reversíveis

não indicando quadro de nefrotoxicidade. Observamos desse modo, a boa tolerabilidade

na utilização das fisalinas.

Desta forma, os dados oriundos deste estudo (in vivo) reforçam e ratificam o

potencial anticâncer das fisalinas B e D estudadas. Além disso, os ensaios in vitro

também comprovaram o enorme potencial citotóxico principalmente das fisalinas: B, D

e F, onde o mecanismo de ação tóxico apesar de não elucidado neste estudo parece estar

relacionado com a indução de apoptose, segundo achados de Wu et al. (2004). No

entanto pode-se correlacionar a estrutura atividade das fisalinas: B, D, E, F, 5-α-etóxi-6-

β-hidróxi-5,6-diidrofisalina B e 5-α-etóxi-6-β-hidróxi-2,3,5,6-tetrahidrofisalina B, onde

a presença da dupla ligação entre os carbonos C-2 e C-3 do anel A parece ser um fator

preponderante para a atividade das fisalinas (B e D principalmente) segundo Tomassini

et al. (2000) e Veras et al. (2004).

Por tudo isso, estudos mais detalhados são necessários para elucidar o

mecanismo de ação das fisalinas bem como estudos de toxicidade mais detalhados

como, por exemplo, ensaios para determinação de genotoxicidade. Sendo este trabalho

apenas uma pequena contribuição na incansável busca de novas moléculas oriundas de

fontes naturais e que possam ser utilizadas de forma segura como alternativa terapêutica

no tratamento do câncer e muitas outras patologias.

6 CONCLUSÃO

As lactonas sesquiterpênicas esteroidais isoladas da P. angulata Lin. e

denominadas de fisalinas mostraram elevada atividade citotóxica (para CEM, HL-60,

K-562, HCT-8, MCF-7, MDA-MB 231, MDA-MB 435, PC-3 e B-16), em

experimentos in vitro, sendo as fisalinas B, D e F as mais ativas. Não foi observada

atividade hemolítica para as fisalinas B e D, tendo as mesmas demonstrado potencial

antimitótico em ovos de ouriço. As fisalinas, principalmente a B e a D comportaram-se

como substâncias pró-apoptóticas. No ensaio in vivo para determinação da atividade

antitumoral no Sarcoma 180, as fisalinas B e D demonstraram interessante atividade

antitumoral, sendo maior a atividade da fisalina D frente a fisalina B.

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