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UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ
MICHEL BATISTA
CONSTRUÇÃO DE VETORES PARA CARACTERIZAÇÃO
DE GENES DE Trypanosoma cruzi EM UM SISTEMA PARA
CLONAGEM EM ALTA DEMANDA
CURITIBA
2008
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MICHEL BATISTA
CONSTRUÇÃO DE VETORES PARA CARACTERIZAÇÃO
DE GENES DE Trypanosoma cruzi EM UM SISTEMA PARA
CLONAGEM EM ALTA DEMANDA
Dissertação apresentada ao
Programa de Pós-Graduação em
Biologia Celular e Molecular da
Universidade Federal do Paraná,
como parte das exigências para
obtenção do título de Mestre em
Biologia Celular e Molecular.
Orientador: Dr. Marco Aurélio
Krieger
CURITIBA
2008
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À minha querida e adorável esposa, Kilma, e à nossa filha, Mirela.
Aos meus pais, Lucila e Alcides (in memorian).
Ao meu irmão, Murillo.
AGRADECIMENTOS
Ao Dr. Marco Aurélio Krieger e ao Dr. Samuel Goldenberg, por terem me dado
a oportunidade de iniciar a carreira científica.
Ao doutorando Fabricio Klerynton Marchini, pelos ensinamentos e pela ativa
participação neste trabalho.
Ao Dr. Stenio Perdigão Fragoso, pela constante boa vontade em ajudar.
Ao Dr. Christian Macagnan Probst e ao doutorando Henrique Preti, pela ajuda
durante este trabalho.
Aos meus amigos do IBMP, pelo carinho e apoio.
À minha família, pelo estímulo e por acreditar nos meus propósitos.
RESUMO
Em Trypanosoma cruzi, as informações provenientes do projeto genoma, o
grande número de proteínas hipotéticas, as limitações da expressão protéica
heteróloga em bactérias e a baixa quantidade de genes caracterizados constituem o
cenário atual deste organismo. Esses fatores demonstram a necessidade da
obtenção de ferramentas que permitam a caracterização em larga escala de genes
deste organismo. Entre estas ferramentas, estão os vetores para expressão de
proteínas em tripanossomatídeos, que, através da genética reversa, combinada com
eficiência, plasticidade e compatibilidade permitem a caracterização de genes de
forma rápida. Diante desta necessidade, foram construídos vetores para expressão
de proteínas em Trypanosoma cruzi e Crithidia fasciculata que permitem a rápida
clonagem de genes através do sistema Gateway
®
(Invitrogen). As construções para
T. cruzi possuem a região 35.1 como intergênica, além de diferentes etiquetas
(hexâmero de histidinas, c-myc, GFP, CFP, YFP e TAP), promotores (ribossomal de
T. cruzi Dm28c e do bacteriófago T7) e resistências a antibióticos (higromicina e
G418), permitindo a caracterização de genes por diversas abordagens. Além disso,
a utilização de C. fasciculata como sistema de expressão protéica heteróloga tem
como vantagens a sua proximidade evolutiva com T. cruzi e o fato de não parasitar
seres humanos. Tal sistema é baseado nos vetores pNUS, com a adição do
promotor do bacteriófago T7 e região operadora de tetraciclina. A validação desta
plataforma foi realizada com 3 genes de T. cruzi, utilizando anticorpos contra as
proteínas recombinantes para a confirmação da expressão, localização e obtenção
de complexos protéicos. Os resultados obtidos demonstraram a funcionalidade e
plasticidade dos vetores gerados, tornando factíveis as caracterizações gênicas em
larga escala.
ABSTRACT
The availability of the Trypanosoma cruzi genome is only a small piece of the
puzzle of this parasite’s biology. A high percentage of hypothetical proteins, few
genes characterized and limitations on heterologous protein expression are the
present scenario for this biological model. Thus, the need for development of a high-
throughput gene characterization platform becomes evident. Ideally, such platform
should allow efficient cloning and disponibility of different applications. In this context,
the goal of this study was to use the Gateway technology (Invitrogen) to construct
plasmid vectors suitable for different uses. Our constructs contained 35.1 intergenic
regions, T. cruzi Dm28c 18S ribosome or the T7 bacteriophage promoters, antibiotic
resistance genes, and several tags for multiple purposes. Besides T. cruzi vectors, a
Crithidia fasciculata heterologous protein expression system was created based on
pNUS-H1 and modified for use of the bacteriophage T7 RNA polymerase. The
advantages of the C. fasciculata system are that it is related to T. cruzi but it is not
pathogenic for humans. Three T. cruzi genes were used to validate our strategy.
Antibodies against the products of these genes were used to detect the presence of
the recombinant proteins in T. cruzi and C. fasciculata extracts, and to compare the
localization of the native proteins with that of the recombinant proteins tagged with c-
myc epitope or fluorescent proteins GFP, CFP and YFP in T. cruzi. The results
obtained with these antibodies corroborated the results obtained with our system.
TAP tag protein complex purification was also used for strategy validation. Our
results show that this platform is a fast and efficient cloning system that allows the
characterization of Trypanosoma cruzi genes by different biological approaches. The
development of this high-throughput platform is a step further to large scale
applications such as the T. cruzi ORFeome.
7
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS................................................................10
LISTA DE TABELAS...............................................................12
1
INTRODUÇÃO ...................................................................13
1.1 Trypanosoma cruzi (CHAGAS, 1909) ..............................................13
1.1.1 Ciclo de Vida de Trypanosoma cruzi............................................13
1.1.2 Doença de Chagas ......................................................................15
1.1.3 Características Celulares de Trypanosoma cruzi.........................16
1.1.4 Genoma de Trypanosoma cruzi...................................................18
1.1.5 Características da Metaciclogênese ............................................19
1.1.6 Expressão Gênica em Trypanosoma cruzi ..................................19
1.2 Crithidia fasciculata (LEGER, 1902).................................................20
1.3 Genética Clássica versus Reversa...................................................20
1.4 Análises Gênicas Através de Vetores..............................................21
1.4.1 Vetores para Expressão Protéica em Tripanossomatídeos.........22
1.4.2 Vetores com Expressão Regulada...............................................23
1.4.3 Localização Celular de Proteínas.................................................24
1.4.4 Purificação de Proteínas Contendo Etiqueta de Poli-Histidina.....26
1.4.5 Purificação de Complexos Protéicos por TAP tag........................26
1.5 Sistemas de Clonagem: Gateway® versus Clonagem Clássica......27
1.6 Desenvolvendo um Sistema para Caracterização de Genes de
Trypanosoma cruzi em Larga Escala..........................................................30
2
OBJETIVO GERAL............................................................32
3
MATERIAL E MÉTODOS...................................................33
3.1 Organismos......................................................................................33
3.2 Meios de Cultura..............................................................................33
3.3 Reagentes e Genes Sintéticos.........................................................33
3.4 Soluções e Tampões........................................................................36
3.5 Composição SDS-PAGE..................................................................38
3.6 Equipamentos e Acessórios.............................................................38
3.7 Softwares .........................................................................................40
3.8 Desenho dos Oligonucleotídeos (Iniciadores)..................................41
8
3.9 Reações de PCR..............................................................................43
3.10 Reações de Digestão.......................................................................44
3.11 Reações de Ligação.........................................................................45
3.12 Validação dos Resultados................................................................46
3.13 Transformação em Escherichia coli .................................................47
3.14 Seleção e Confirmação dos Clones e Preparação dos Plasmídeos 48
3.15 Construção dos Vetores para Transfecção em Crithidia fasciculata 49
3.16 Construção dos Vetores para Transfecção em Trypanosoma cruzi.52
3.17 Determinação das Dosagens de Higromicina e G418 Utilizados na
Seleção dos Transfectantes........................................................................56
3.18 Transfecção dos Parasitas...............................................................56
3.19 Detecção do Vetor pNUS-T7N em Crithidia fasciculata ...................57
3.20 Procedimento para Obtenção de População Clonal em Crithidia
fasciculata Transfectante ............................................................................57
3.21 Visualização das Proteínas Fluorescentes e Imunofluorescência....58
3.22 Preparação dos Extratos Protéicos em Tampão Desnaturante........59
3.23 Ensaios de Western Blot..................................................................60
3.24 Ensaios de Southern Blot.................................................................60
3.25 Ensaios de Northern Blot .................................................................62
3.26 Obtenção de Extrato Citoplasmático e Purificação Protéica em
Resina de Cobalto.......................................................................................63
3.27 Obtenção de Extrato Protéico e Purificação de Complexos por TAP
tag .........................................................................................................64
4
RESULTADOS...................................................................66
4.1 Construção e Caracterização dos Vetores pNUS-T7N e pNUS-PT7-
RfAH .........................................................................................................66
4.1.1 Processos de Clonagem..............................................................66
4.1.2 Seqüenciamento do DNA.............................................................68
4.1.3 Avaliação do Crescimento de Crithidia fasciculata em Diferentes
Concentrações de G418 e Higromicina...................................................68
4.1.4 Ensaios de Transfecção e Obtenção de População Clonal em
Crithidia fasciculata..................................................................................69
4.1.5 Caracterização Molecular e Detecção dos Transcritos em Crithidia
fasciculata Transfectada com pNUS-T7N e pNUS-PT7-RfAH.................72
9
4.1.6 Ensaios de Western Blot..............................................................77
4.2 Construção e Caracterização dos Vetores pTcPR-HisN e Derivados
e pTcPT7-HisN............................................................................................79
4.2.1 Processos de Clonagem..............................................................79
4.2.2 Seqüenciamento do DNA.............................................................83
4.2.3 Avaliação do Crescimento de Trypanosoma cruzi em Diferentes
Concentrações de G418..........................................................................84
4.2.4 Transfecções em Trypanosoma cruzi ..........................................84
4.2.5 Caracterização Molecular de pTcPR-HisN e Derivados...............89
4.2.6 Avaliação da Expressão e Localização das Proteínas
Recombinantes........................................................................................91
4.2.7 Purificação de Complexos Protéicos (TAP tag) e Proteínas
Contendo Cauda de Histidinas................................................................99
5
DISCUSSÃO ....................................................................101
6
CONCLUSÃO...................................................................110
7
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................111
10
LISTA DE FIGURAS
Figura 1.1.1.1: Desenho esquemático do ciclo de vida de T. cruzi. ..........................14
Figura 1.1.1.2: Ciclo de vida do T. cruzi considerando-se as formas evolutivas
intermediárias............................................................................................................15
Figura 1.4.2.1: Modelo esquemático da regulação da expressão gênica por
tetraciclina.................................................................................................................24
Figura 1.5.1: Diagrama esquemático mostrando a recombinação entre os sítios attB
e attP, para a obtenção do clone de entrada.............................................................28
Figura 1.5.2: Diagrama esquemático mostrando a recombinação entre os sítios attL
e attR, para a obtenção do clone de expressão........................................................29
Figura 1.5.3: Representação esquemática da plataforma Gateway® demonstrando
as suas diversas aplicabilidades a partir de um clone de entrada.............................29
Figura 1.5.4: Representação esquemática do cassete RfA ......................................30
Figura 3.15.1: Desenho esquemático do clone pNUS-T7N.......................................50
Figura 3.15.2: Desenho esquemático do vetor pNUS-PT7-RfAH..............................51
Figura 3.16.1: Desenho esquemático do vetor pTcPR-HisN.....................................54
Figura 3.16.2: Desenho esquemático do vetor pTcPT7-HisN ...................................54
Figura.3.16.3: Seqüência nucleotídica dos adaptadores e cassetes sintéticos
utilizados. ..................................................................................................................55
Figura 4.1.1.1: Seleção dos clones e avaliação da orientação do gene da T7 RNA
Polimerase. ...............................................................................................................67
Figura 4.1.1.2: Seleção e confirmação dos clones contendo RfA.............................67
Figura 4.1.3.1: Curvas de crescimento de Crithidia fasciculata na presença de
diferentes concentrações de G418............................................................................69
Figura 4.1.3.2: Curvas de crescimento de Crithidia fasciculata na presença de
diferentes concentrações de higromicina..................................................................69
Figura 4.1.4.1: Seleção das culturas de C. fasciculata selvagem transfectado com
pNUS-PT7-RfAH. ......................................................................................................71
Figura 4.1.4.2: Relação entre as culturas de C. fasciculata selvagem transfectado e a
cultura controle..........................................................................................................71
Figura 4.1.4.3: Seleção das culturas de C. fasciculata clone 1 transfectado com
pNUS-PT7-RfAH .......................................................................................................72
Figura 4.1.4.4: Relação entre as culturas de C. fasciculata clone 1 transfectado e a
cultura controle..........................................................................................................72
Figura 4.1.5.1: Recuperação do vetor pNUS-T7N, a partir de Crithidia fasciculata, pré
e pós cultivo em meio sólido. ....................................................................................73
Figura 4.1.5.2: Análise por Southern blot de Crithidia fasciculata transfectado com
pNUS-T7N.................................................................................................................75
Figura 4.1.5.3: Avaliação da presença e estrutura dos vetores em Crithidia
fasciculata após transfecção.....................................................................................76
Figura 4.1.5.4: Análise por northern blot de Crithidia fasciculata transfectado com
pNUS-T7N.................................................................................................................77
Figura 4.1.6.1: Análise por western blot de C. fasciculata transfectado utilizando
anticorpo anti-histidina. .............................................................................................78
Figura 4.1.6.2: Análise por western blot de C. fasciculata transfectado utilizando
anticorpos contra as proteínas recombinantes..........................................................79
Figura 4.2.1.1: Seleção e confirmação dos clones obtidos durante a troca dos
cassetes....................................................................................................................83
11
Figura 4.2.3.1: Curvas de crescimento de Trypanosoma cruzi na presença de
diferentes concentrações de G418............................................................................84
Figura 4.2.4.1: Acompanhamento da seleção de T. cruzi transfectado com pTcPR-
HisN-A1.....................................................................................................................85
Figura 4.2.4.2: Relação entre a cultura de T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN-A1
e a cultura controle....................................................................................................85
Figura 4.2.4.3: Acompanhamento das seleções de T. cruzi transfectado com
diversos vetores........................................................................................................86
Figura 4.2.4.4: Relação entre as culturas de T. cruzi transfectado com diversos
vetores e a cultura controle.......................................................................................86
Figura 4.2.4.5: Acompanhamento das seleções de T. cruzi transfectado com pTcPR-
mycN e pTcPR-YFPN-C1..........................................................................................87
Figura 4.2.4.6: Relação entre as culturas de T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN
ou pTcPR-YFPN-C1 e a cultura controle. .................................................................87
Figura 4.2.4.7: Acompanhamento das seleções de T. cruzi transfectado com pTcPR-
YFP ...........................................................................................................................88
Figura 4.2.4.8: Relação entre as culturas de T. cruzi transfectado com pTcPR-YFP e
a cultura controle.......................................................................................................88
Figura 4.2.5.1: Avaliação da presença e estrutura dos vetores em Trypanosoma cruzi
..................................................................................................................................90
Figura 4.2.5.2: Avaliação complementar do vetor pTcPR-HisN-A1 em Trypanosoma
cruzi...........................................................................................................................91
Figura 4.2.6.1: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN por
western blot com anticorpo monoclonal anti-histidina ...............................................92
Figura 4.2.6.2: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN por
western blot com anticorpos contra as proteínas recombinantes..............................93
Figura 4.2.6.3: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-GFPN por
western blot com anticorpos contra as proteínas recombinantes e contra GFP........93
Figura 4.2.6.4: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-CFPN
através de western blot com anticorpos contra as proteínas recombinantes............94
Figura 4.2.6.5: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-YFPN
através de western blot com anticorpos contra as proteínas recombinantes............95
Figura 4.2.6.6: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN por
western blot com anticorpos contra as proteínas recombinantes e contra c-myc .....95
Figura 4.2.6.7: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-TAPN por
western blot com anticorpos contra as proteínas recombinantes..............................96
Figura 4.2.6.8: Controle negativo da localização celular utilizando parasitas não
transfectados.............................................................................................................97
Figura 4.2.6.9: Localização celular da proteína A1 ...................................................97
Figura 4.2.6.10: Localização celular da proteína C1.................................................98
Figura 4.2.6.11: Localização celular da proteína C4.................................................99
Figura 4.2.7.1: Avaliação dos complexos protéicos eluídos após purificação por TAP-
tag .............................................................................................................................99
12
LISTA DE TABELAS
Tabela 1.4.1.1: Exemplos de vetores utilizados em ensaios de transfecção em
tripanossomatídeos...................................................................................................22
Tabela 3.8.1: Oligonucleotídeos empregados nas amplificações das diversas ORFs e
cassetes utilizados na construção dos vetores. ........................................................40
Tabela 3.8.2: Oligonucleotídeos utilizados no seqüenciamento dos vetores
construídos................................................................................................................42
Tabela 3.8.3: Oligonucleotídeos utilizados exclusivamente nas PCRs para
caracterização molecular dos vetores.......................................................................43
Tabela 3.12.1: Recombinações com genes de T. cruzi para validação dos vetores.47
Tabela 3.14.1: Oligonucleotídeos utilizados nas PCRs de colônia para confirmação
das recombinações Gateway® e clonagem do adaptador PT7. ...............................49
Tabela 6.1: Progresso na construção e caracterização dos vetores.......................110
13
1 INTRODUÇÃO
1.1 Trypanosoma cruzi (CHAGAS, 1909)
Descrito no início do século XX pelo cientista Carlos Ribeiro Justiniano das
Chagas, Trypanosoma cruzi é um protozoário flagelado pertencente à ordem
Kinetoplastida, família Trypanosomatidae. Sua interação com o homem pode resultar
na doença de Chagas, que acomete 15 milhões de pessoas na América
(Organização Mundial da Saúde, 2006). Sua transmissão ocorre através das fezes
de insetos vetores hematófagos contaminados, da ordem Hemiptera, família
Reduviidae, conhecidos popularmente como barbeiros.
O gênero Trypanosoma pode ser dividido em dois grupos, conforme o seu
desenvolvimento no inseto hospedeiro:
Stercoraria – os parasitas se desenvolvem no tubo digestivo do hospedeiro e
são liberados pela excreção intestinal, como por exemplo o Trypanosoma cruzi.
Salivaria – os parasitas se desenvolvem no tubo digestivo do hospedeiro e
migram paras as glândulas salivares, sendo então transmitidos através da
inoculação, como por exemplo Trypanosoma brucei e Trypanosoma rangeli.
1.1.1 Ciclo de Vida de Trypanosoma cruzi
T. cruzi possui um ciclo de vida complexo contendo um hospedeiro
intermediário inseto e um hospedeiro definitivo mamífero. No tubo digestivo do
inseto, as formas evolutivas epimastigotas (não-infectivas e replicativas) se replicam
por fissão binária. Durante a migração ao longo do tubo digestivo, os parasitas se
diferenciam nas formas infectivas tripomastigotas metacíclicas (não-replicativas e
infectivas). As formas tripomastigotas metacíclicas podem ser liberadas junto com as
fezes do inseto durante o repasto alimentar podendo penetrar no hospedeiro
vertebrado através de descontinuidades da pele ou mucosas. No hospedeiro
vertebrado, os tripomastigotas metacíclicos invadem diversos tipos celulares e se
diferenciam nas formas amastigotas (replicativas e infectivas), as quais se replicam e
14
se diferenciam nas formas tripomastigotas sangüíneas (não-replicativas e infectivas),
que, após liberadas, infectam novas células ou podem ser ingeridas pelo inseto
fechando o ciclo (DE SOUZA, 1984) (Figura 1.1.1.1).
Figura 1.1.1.1: Desenho esquemático do ciclo de vida de T. cruzi. (adaptado de
www.dpd.cdc.gov/dpdx).
A descrição clássica do ciclo de vida de T. cruzi feita por DE SOUZA (1984),
considera quatro formas evolutivas morfologicamente distintas: epimastigota,
amastigota, tripomastigota metacíclica e tripomastigota sangüínea. Alguns autores,
no entanto, consideram formas evolutivas intermediárias. No sangue periférico do
mamífero pode existir uma população pleomórfica de tripomastigotas, constituída de
uma mistura de duas morfologias básicas descritas como slender e broad (TYLER &
ENGMAN, 2001). Além disso, no intestino médio do inseto, as formas
tripomastigotas sangüíneas, durante sua diferenciação a epimastigotas, passam por
uma forma intermediária descrita como esferomastigota (BRACK, 1968) (Figura
1.1.1.2).
15
Figura 1.1.1.2: Ciclo de vida do T. cruzi considerando-se as formas evolutivas intermediárias.
(i) forma infectiva, (n) não-infectiva, (+) forma proliferativa, (-) não-proliferativa (adaptado de TYLER &
ENGMAN, 2001).
1.1.2 Doença de Chagas
A doença de Chagas apresenta uma fase aguda, iniciada logo após a
infecção caracterizada por parasitemia alta e colonização de tecidos, a qual
apresenta apenas sintomas leves. Entretanto, crianças e, menos freqüentemente,
adultos podem desenvolver sintomas severos após um período de incubação de 7 a
14 dias (TANOWITZ et al., 1992). A fase aguda evolui para a fase crônica na qual a
grande maioria dos casos não apresenta sintomas ou exames clínicos alterados,
sendo denominada de forma crônica indeterminada. Todavia, cerca de 20 a 30% dos
casos podem evoluir para as formas crônicas determinadas: forma cardíaca,
apresentando arritmias cardíacas, eventos de tromboembolia ou insuficiência
cardíaca congestiva (TANOWITZ et al., 1992), ou forma digestiva, apresentando
desordens gastrointestinais (Revisto por TEIXEIRA et al., 2006).
16
Outras formas de contágio pelo Trypanosoma cruzi incluem a oral,
transplacentária, por acidentes de laboratório e a sangüínea, entre outras. Na
infecção por via oral, as formas tripomastigotas metacíclicas penetram no epitélio
das mucosas, se transformam em amastigotas e se replicam intracelularmente
(HOFT et al., 1996). Mais da metade dos casos agudos da doença de Chagas,
registrados na Amazônia brasileira entre 1968 e 2000, pode ser atribuído à
transmissão por via oral através de alimentos contaminados (COURA et al., 2002).
Também é importante salientar a forma de transmissão que ocorre por
transfusão sangüínea. O controle desta forma de transmissão tem sido realizado por
testes laboratoriais empregando metodologias, tais como, ELISA e hemagluitinação.
Várias pesquisas são realizadas no intuito de gerar novos alvos para
quimioterápicos, no entanto, até o momento não existem medicamentos capazes de
curar ou impedir a evolução da doença, assim como também não se dispõe de
vacina para sua prevenção.
1.1.3 Características Celulares de Trypanosoma cruzi
T. cruzi é uma célula eucariótica que apresenta algumas particularidades.
Nesta seção serão descritas estruturas peculiares com papel importante na biologia
deste parasita. T. cruzi possui um único flagelo, o qual pode variar em tamanho
desde menos de 2 µm a mais de 20 µm durante o seu ciclo de vida. O axonema é
formado por microtúbulos na conformação 9 + 2. Ao seu lado existe uma estrutura
semi-cristalina característica chamada estrutura paraflagelar (Paraflagelar rod –
PFR). Estudos por RNA antisenso demonstraram o requerimento desta estrutura
para a motilidade normal em Trypanosoma brucei (BASTIN et al., 1998).
Em relação ao seu citoesqueleto, uma característica dos tripanossomatídeos
é a presença de uma camada de microtúbulos localizada abaixo da membrana
plasmática, designados microtúbulos sub-peliculares (DE SOUZA, 2003).
Adicionalmente, T. cruzi possui genes que codificam para formas distintas de actina,
embora não haja evidências da presença de microfilamentos e filamentos
intermediários. Em estudos com RNA de interferência (RNAi) foi possível verificar a
participação de actina nos processos de endocitose em Trypanosoma brucei
(GARCIA-SALCEDO et al., 2004).
17
Na região anterior da célula, de onde emerge o flagelo, existe uma
invaginação na junção entre as membranas plasmática e flagelar chamada de bolsa
flagelar (SOUTO-PADRON & DE SOUZA, 1979). Esta é a única região da célula
onde não existem microtúbulos associados à membrana (OVERATH et al., 1997).
Devido à localização específica de vários receptores nesta área, acredita-se que a
maior parte do tráfego vesicular e entrada de nutrientes ocorram nesta região. Outra
invaginação menor, localizada próxima à bolsa flagelar, o citóstomo, também está
envolvida com a absorção de nutrientes (TYLER et al., 2003).
Principalmente na parte posterior da célula, existem organelas usualmente
esféricas denominadas reservossomos. Os reservossomos são organelas ácidas
que possuem em seu interior proteinases principalmente a cruzipaína (uma cisteíno-
proteinase) e proteínas ingeridas, que chegam dentro de vesículas endocíticas,
oriundas da bolsa flagelar e do citóstomo. Com base nisso foi proposto que os
reservossomos seriam compartimentos pré-lisossomais (SOARES et al., 1992).
Também tem sido proposta a participação dos reservossomos no processo de
metaciclogênese, como principal fonte de energia para esta atividade (SOARES,
1999).
Distribuídas pelo citoplasma da célula, existem organelas de
aproximadamente 0,7 µm denominadas glicossomos. Estas estruturas são
responsáveis por armazenar enzimas da via glicolítica em tripanossomatídeos, além
de compartimentalizar vias metabólicas como a de fixação de dióxido de carbono e a
de síntese de pirimidina de novo (DE SOUZA, 2003).
Outra particularidade dos tripanossomatídeos está na estocagem intracelular
de cálcio. Este íon, importante nos processos de sinalização celular, é estocado em
organelas denominadas acidocalcissomos. Além da importância destas organelas na
estocagem de cálcio, o que garante o aporte de cálcio em ambientes com baixa
concentração deste íon, os acidocalcissomos também podem participar de outros
processos, tais como estocagem de energia na forma de pirofosfato, regulação do
pH citoplasmático através de uma H
+
-ATPase presente na membrana da organela e
controle da osmoregulação, assim como faz outra organela conhecida como
acidossomos presentes em Dictyostelium discoideum (DOCAMPO & MORENO,
1999, 2001).
O DNA em T. cruzi está presente no núcleo e no cinetoplasto. O cinetoplasto
é uma estrutura característica da ordem Kinetoplastida, localizado em uma porção
18
da mitocôndria única deste organismo, formado por moléculas de DNA circulares
catenadas (RIOU & DELAIN, 1969; Revisto por SHAPIRO & ENGLUND, 1995).
Estas moléculas constituem os maxicírculos e minicírculos e podem representar até
30% do DNA total (Revisto por SILVEIRA, 2000). Enquanto os maxicírculos
codificam RNAs ribossomais (rRNAs) e algumas das proteínas mitocondriais
necessárias para os processos bioenergéticos, os minicírculos codificam RNAs guias
que atuam na edição de alguns transcritos dos maxicírculos (MORRIS, 2001).
A replicação celular do T. cruzi parece ser predominantemente clonal, embora
ocorram ocasionalmente eventos de recombinação gênica. O T. cruzi pode ser
dividido em duas grandes linhagens, denominadas I e II, sendo que a linhagem II
possui cinco subdivisões (IIa-IIe). A linhagem I está associada ao ciclo silvestre e a
linhagem II ao ciclo doméstico (BRISSE et al., 2000).
1.1.4 Genoma de Trypanosoma cruzi
O T. cruzi possui um genoma nuclear com grande variabilidade intra-
especifica, onde o número de cromossomos pode variar de 30 a 40, com tamanhos
entre 0,45 e 4 Megabases cada (CANO et al.,1995). Embora ainda incerto, estudos
indicam diploidia neste parasita. Análises de polimorfismos em sítios de restrição em
genes housekeeping apoiam esta hipótese (BOGLIOLO et al., 1986; 1996).
Em T. cruzi, os cromossomos homólogos podem diferir no tamanho devido
principalmente à alterações associadas ao número de elementos repetitivos que
apresentam (Revisto por SILVEIRA, 2000).
Os genes que codificam proteínas podem aparecer em cópia única ou como
repetições em tandem contendo o mesmo (ou similar) quadro aberto de leitura
(ORF) e regiões espaçadoras não relacionadas (VANHAMME e PAYS, 1995).
Em 2005, um consórcio formado pelos Institutos The Institute for Genomic
Research (TIGR), Seattle Biomedical Research Institute (SBRI) e Karolinska
Institutet (KI), concluiu o projeto de seqüenciamento do genoma de Trypanosoma
cruzi. Este projeto consolidou muitas informações sobre T. cruzi, como por exemplo,
o tamanho do genoma diplóide de T. cruzi estimado em aproximadamente 110
megabases, cada haplótipo contendo cerca de 12.000 genes e as seqüências
repetitivas representando mais de 50% do genoma para a cepa seqüenciada CL
Brener (EL-SAYED et al., 2005).
19
1.1.5 Características da Metaciclogênese
O processo de diferenciação do T. cruzi, da forma epimastigota para a forma
tripomastigota metacíclica, que ocorre no intestino do inseto vetor, é conhecido como
metaciclogênese. Neste processo ocorrem diversas alterações morfológicas,
metabólicas e de expressão gênica (GOLDENBERG et al., 1985).
Para o melhor entendimento do processo de metaciclogênese, foram
desenvolvidos sistemas de diferenciação in vitro, dentre os quais pode-se citar os
métodos elaborados por Sullivan (1982) e Contreras e colaboradores (1985). Neste
trabalho foi elaborado um meio de cultura denominado Triatomine Artificial Urine
suplementado com prolina (TAUP), mais tarde acrescido de glutamato, aspartato e
glicose sendo denominado TAU3AAG (GOLDENBERG et al., 1987). Esta
metodologia reprodutível utiliza condições químicas definidas que mimetizam as
condições de estresse nutricional encontradas na urina do triatomíneo, onde formas
intermediárias podem ser obtidas.
1.1.6 Expressão Gênica em Trypanosoma cruzi
Na maioria dos eucariotos, o principal ponto de controle da expressão gênica
é o início da transcrição, que normalmente é monocistrônica, ou seja, cada RNA
mensageiro (mRNA) é transcrito separadamente. Durante a transcrição ocorre a
remoção dos íntrons por um processo chamado cis-splicing, uma vez que os íntrons
se encontram na mesma molécula que os éxons.
Os tripanossomatídeos apresentam transcrição policistrônica (JOHNSON et
al., 1987; KOOTER et al., 1987) e a presença de íntrons foi descrita apenas em
alguns casos, como para a proteína poli-A polimerase (PAP) (MAIR et al., 2000).
Como característica desta família, os transcritos de mRNA são processados por
trans-splicing (VAN DER PLOEG et al., 1982). Neste processo, uma seqüência líder
denominada spliced leader ou mini-éxon, composta por 39 nucleotídeos (seqüência
espécie-específica) e localizada em outra molécula de RNA, é adicionada à região 5’
do mRNA (LUO et al., 1999), que também recebe poliadenilação na região 3’. A
seqüência líder recebe capeamento e tal evento precede o trans-splicing (LAIRD et
al., 1985).
Além das peculiaridades descritas acima, em T. cruzi foram caracterizados
apenas promotores ribossomais e para o gene do mini-éxon (DIETRICH et al., 1993;
20
NUNES et al., 1997), desconhecendo-se promotores para genes que codificam
proteínas. Isto fornece indícios para a ocorrência de transcrição ubíqua
(VANHAMME e PAYS, 1995; CLAYTON, 2002). A ocorrência de transcrição
policistrônica, associada à ausência de operons e à presença de níveis distintos de
mRNA originados de uma mesma unidade policistrônica, sugerem que a regulação
da expressão gênica seja pós-transcricional.
1.2 Crithidia fasciculata (LEGER, 1902)
Este protozoário, assim como T. cruzi, pertence à família Tripanosomatidae.
C. fasciculata é um organismo tripanossomatídeo que parasita uma variedade de
insetos, mas não é patogênico para humanos (WALLACE, 1966, apud: TASANOR et
al., 2006).
C. fasciculata ocorre no intestino de insetos em dois estágios de
desenvolvimento, um estágio sem motilidade aderido à parede do intestino e outro
com uma forma mais alongada livre na luz do intestino (BROOKER, 1971).
Além de não ser patogênico para humanos, este parasita é facilmente
cultivável em grandes quantidades e constitui um importante modelo de estudo dos
processos bioquímicos, celulares e genéticos exclusivos dos tripanossomatídeos. Na
tentativa de desenvolver terapias para doenças causadas por tripanossomatídeos
patogênicos, tais estudos visam descobrir moléculas ou processos celulares que
possam ser explorados (TASANOR et al., 2006).
1.3 Genética Clássica versus Reversa
A genética clássica ou forward tem como abordagem central o estudo de um
gene, ou grupo de genes, a partir da análise de fenótipos mutantes. Tais fenótipos
são obtidos por mutações no DNA, que podem ser espontâneas ou provocadas por
agentes químicos (ADAMS & SEKELSKY, 2002). Após a identificação dos fenótipos
alterados, busca-se identificar o gene ou genes responsáveis.
A genética reversa é caracterizada por estudar a função dos genes, partindo-
se da informação da seqüência dos mesmos, obtida através do genoma ou de uma
proteína de interesse isolada da célula. Diversas metodologias podem ser utilizadas
21
nas análises por genética reversa, por exemplo, silenciamento, super expressão ou
nocaute gênico e RNAi. Atualmente a genética reversa utilizando vetores para
expressão gênica tem sido largamente empregada na caracterização de vários
genes de função desconhecida.
1.4 Análises Gênicas Através de Vetores
Os vetores em biologia molecular são utilizados como veículos na
transferência de material genético exógeno para dentro das células. Possuem uma
grande variedade de destinações a partir da clonagem de genes ou seqüências de
DNA, entre elas: seqüenciamento de DNA, produção de moléculas de RNA in vitro,
expressão de proteínas, construção de bibliotecas genômica e de cDNA.
Os vetores de clonagem têm como exemplos mais difundidos os plasmídeos,
cosmídeos, vírus, cromossomos artificiais de levedura (YACs) e de bactéria (BACs).
Este último é derivado do plasmídeo F, que ocorre naturalmente em Escherichia coli.
O desenvolvimento deste projeto é baseado em vetores plasmidiais, cuja estrutura
será descrita a seguir.
O termo plasmídeo foi proposto em 1952 por Joshua Lederberg, inicialmente
para designar qualquer partícula genética extracromossomal (LEDERBERG, 1997).
Os plasmídeos são moléculas dupla fita de DNA circular que ocorrem naturalmente
em bactérias, se replicam dentro delas e podem ser purificados através de métodos
que evitam a contaminação com DNA genômico. Os vetores plasmidiais são
construídos a partir de plasmídeos naturais, contendo uma origem de replicação,
uma região promotora, um sítio múltiplo de clonagem (MCS) e carregam genes de
resistência a antibióticos para seleção. O MCS é formado por vários sítios para
endonucleases de restrição, o que fornece várias alternativas para clonagem. Os
antibióticos comumente utilizados na engenharia genética são ampicilina,
kanamicina, tetraciclina e cloranfenicol.
Os genes podem ser clonados em plasmídeos após digestão com
endonucleases de restrição, e posteriormente selecionados ao serem inseridos em
bactérias, em um procedimento denominado transformação. Antes disso, as
bactérias passam por um tratamento e são chamadas competentes, podendo ser
eletrocompetentes ou quimiocompetentes (cálcio-competentes). Estas células
22
contendo os plasmídeos com o gene de interesse se multiplicam carregando este
clone, em seguida pode-se purificar este DNA plasmidial para diferentes fins.
Alguns exemplos de plasmídeos utilizados em Escherichia coli são os da série
pUC, pBluescript II, pQE-30, pGEM, entre outros. Os plasmídeos também podem ser
utilizados em outros organismos, como eucariotos por exemplo. Para isso, é
necessária a adição de elementos distintos, entre eles sinais para processamento de
RNA e promotores específicos para os organismos estudados. Em
tripanossomatídeos, a aplicação de vetores na caracterização de genes pode ser
feita através de vários mecanismos, tais como regulação transcricional induzível e
fusão com etiquetas para localização e purificação dos produtos gênicos.
1.4.1 Vetores para Expressão Protéica em Tripanossomatídeos
Diferentemente dos vetores utilizados em procariotos, os vetores para
tripanossomatídeos possuem elementos adicionais ou diferenciados, que permitem a
sua utilização nestes organismos. Com a intenção de intensificar a expressão
gênica, os vetores podem possuir regiões promotoras, sendo comum o emprego de
promotores ribossomais de tripanossomatídeos (TYLER-CROSS et al., 1995;
BIEBINGER & CLAYTON, 1996; MARTÍNEZ-CALVILLO et al., 1997). Outro
promotor comumente utilizado em T. brucei é o do gene que codifica a proteína
procyclic acidic repetitive protein (PARP) (WIRTZ & CLAYTON, 1995).
Nos casos onde é necessária a regulação da expressão gênica promovida por
vetores, dispõe-se de mecanismos baseados nos operons bacterianos. Em
tripanossomatídeos, a regulação da expressão gênica de forma induzível em vetores
utiliza freqüentemente o sistema baseado no mecanismo bacteriano de resistência à
tetraciclina (WIRTZ & CLAYTON, 1995; BIEBINGER et al., 1997; RAMAKRISHNAN
et al., 1997; WIRTZ et al., 1998, 1999; WEN et al., 2001; TAYLOR & KELLY, 2006;
YAO et al., 2007).
Devido à presença de trans-splicing nos tripanossomatídeos, é necessária a
presença de seqüências sinalizadoras para tal evento. Tais seqüências também
fornecem sinal para poliadenilação dos transcritos e podem ser encontradas em
regiões intergênicas (RIs). Dentre estas regiões, pode-se destacar as RIs dos genes
gliceraldeído 3-fosfato desidrogenase (GAPDH) (KELLY et al., 1992; TAYLOR &
23
KELLY, 2006), actina e aldolase (WIRTZ et al., 1994; WIRTZ & CLAYTON, 1995;
WIRTZ et al., 1999) e ubiquitina (WEN et al., 2001).
Os genes para seleção conferem resistência aos antibióticos com atividade
em eucariotos. Alguns antibióticos interferem na tradução protéica, como é o caso
dos aminoglicosídeos neomicina e higromicina. Outros possuem atividade de
clivagem do DNA, como é o caso da zeocina, membro da família
bleomicina/fleomicina.
De maneira semelhante aos vetores utilizados em outros organismos, os
vetores de expressão protéica para tripanossomatídeos podem dispor de seqüências
codificadoras de etiquetas que serão fusionadas aos genes analisados. Diversos
vetores têm sido construídos, auxiliando na caracterização de genes de
tripanossomatídeos (Tabela 1.4.1.1).
Tabela 1.4.1.1: Exemplos de vetores utilizados em ensaios de transfecção em
tripanossomatídeos.
VETOR ORGANISMO REFERÊNCIA
pAL5
Leptomonas seymouri
BELLOFATTO & CROSS, 1989
pEX
Leishmania LEBOWITZ et al., 1990
pTcSL
Trypanosoma cruzi
LU & BUCK, 1991
pTEX
T. cruzi e Leishmania KELLY ET al., 1992
pHD330/308
Trypanosoma brucei WIRTZ ET al., 1994
pHD360
Trypanosoma brucei
WIRTZ & CLAYTON, 1995
pTc-pa
Trypanosoma cruzi TYLER-CROSS et al., 1995
pHD299
Crithidia fasciculata
BIEBINGER & CLAYTON, 1996
pHD437
Trypanosoma brucei BIEBINGER et al., 1997
pRIBOTEX
Trypanosoma cruzi MARTÍNEZ-CALVILLO et al., 1997
pTREX-n
Trypanosoma cruzi
VAZQUEZ & LEVIN, 1999
pLEW13/20
Trypanosoma brucei WIRTZ ET al., 1999
pPATAN
Trypanosoma cruzi WEN et al., 2001
pNUS
C. fasciculata e Leishmania TETAUD et al., 2002
pTcINDEX
Trypanosoma cruzi
TAYLOR & KELLY, 2006
pTuT7RpolHyg
Leishmania chagasi YAO et al., 2007
1.4.2 Vetores com Expressão Regulada
Um sistema de regulação da expressão gênica que permite expressão
controlada de genes constitui uma importante ferramenta para o estudo funcional de
genes (WEN et al., 2001). Este tipo de controle é importante para a análise de genes
pouco expressos ou cujo produto é tóxico (WEN et al., 2001).
24
O controle da transcrição em vetores pode ser feito baseando-se nos modelos
bacterianos de operon. Dentre os sistemas mais utilizados, pode-se destacar o
operon lac e o operon tet. Este último possui regulação baseada no sistema
bacteriano de resistência à tetraciclina, no qual a expressão do gene de resistência
(TetA) é bloqueada pelo repressor de tetraciclina (TetR). Na ausência de tetraciclina,
TetR se liga ao operador de 19 pares de bases (TetO) e bloqueia o início da
transcrição (HILLEN et al., 1984). A expressão de TetA ocorre quando TetR se
dissocia do operador para se ligar preferencialmente à tetraciclina (Figura 1.4.2.1).
Com diferentes concentrações de tetraciclina é possível alcançar diferentes níveis de
controle. Em variações deste sistema, com a alteração de alguns aminoácidos em
TetR, este se liga ao operador somente na presença de tetraciclina, inibindo a
transcrição de tetA.
O primeiro sistema regulado desenvolvido para uso em células de mamíferos
foi elaborado fusionando-se o repressor de tetraciclina com o domínio de ativação
transcricional VP16 do vírus herpes simplex (tTA). Neste sistema, o gene cuja
transcrição será regulada se encontra sob o controle do promotor para
citomegalovírus, precedido por sete cópias de TetO (GOSSEN & BUJARD, 1992).
Na presença de tetraciclina ocorre a repressão da expressão do gene regulado, pois
neste sistema é necessário que o repressor, fusionado com VP16, se ligue à região
promotora para que ocorra a expressão gênica.
Figura 1.4.2.1: Modelo esquemático da regulação da expressão gênica por tetraciclina. À
esquerda, na presença de tetraciclina (Tc), que se liga ao repressor TetR (círculos azuis), ocorre a
transcrição de TetA (indicada pela seta). À direita, na ausência de tetraciclina, o repressor TetR se
liga ao operador TetO reprimindo a transcrição de TetA. (Adaptado de
http://nfs.unipv.it/nfs/minf/dispense/immuno logy/trgen.html).
1.4.3 Localização Celular de Proteínas
Na caracterização de genes, um importante dado a ser considerado é a
localização das proteínas por eles codificadas. O emprego de moléculas
fluorescentes na microscopia permite tal abordagem. As moléculas fluorescentes
absorvem luz em um determinado comprimento de onda e emitem em outro.
25
Utilizando-se um fundo escuro e através de filtros é possível visualizar somente a luz
emitida. As moléculas fluorescentes podem ser conjugadas com anticorpos, a fim de
localizar proteínas de forma específica na célula. Estes anticorpos podem ser
direcionados contra as próprias proteínas ou contra etiquetas fusionadas a estas. As
moléculas fluorescentes também podem ocorrer naturalmente em alguns
organismos, sendo que o isolamento destas e a possibilidade de fusão das suas
regiões codificadoras com genes permitiram a localização de proteínas sem a
necessidade de obtenção de anticorpos. Uma proteína fluorescente amplamente
utilizada em ensaios de localização celular é a proteína fluorescente verde (Green
Fluorescent protein – GFP), purificada e estudada pela primeira vez na década de
1960 (SHIMOMURA et al., 1962). A GFP é isolada do organismo invertebrado
marinho Aequorea victoria (água viva) e o seu emprego como ferramenta molecular
tem sido de grande utilidade em diversos experimentos biológicos (TSIEN, 1998).
A GFP é composta por 238 aminoácidos (26,9 kDa), sendo formada por 11
folhas β em estrutura de barril com um cromóforo em seu interior. Diversas
mutações na seqüência gênica da GFP foram estudadas, algumas mudando
comprimento de onda excitatório, outras favorecendo o dobramento desta proteína e
finalmente mutações que causam mudança no comprimento de onda emitido,
alterando a cor detectada, por exemplo, para a faixa do amarelo (Yellow Fluorescent
Protein – YFP) ou para a faixa do ciano (Cyan Fluorescent Protein – CFP).
A GFP, YFP e CFP podem ser fusionadas às proteínas de interesse por
técnicas de engenharia genética utilizando vetores de expressão protéica,
permitindo assim, através da detecção de fluorescência, a localização celular das
proteínas estudadas.
Outra abordagem para localização celular de proteínas é a fusão destas com
epítopos, cujos anticorpos sejam comercialmente disponíveis. Um exemplo é o
epítopo c-myc, que faz parte do proto-oncogene humano c-myc. Sua expressão
aberrante tem sido implicada com neoplasias em várias espécies de aves e
mamíferos (EVAN et al., 1985). O epítopo c-myc utilizado neste projeto possui 11
aminoácidos (EQKLISEFELN) modificados em relação ao original, resultando em
melhor ligação com o anti-c-myc (HILPERT et al., 2001). Através de um anticorpo
monoclonal contra este epítopo, pode-se realizar vários tipos de ensaios com a
proteína de interesse fusionada ao mesmo. Além da localização celular da proteína,
é possível a realização de ensaios como western blot, imunoprecipitação e ELISA.
26
1.4.4 Purificação de Proteínas Contendo Etiqueta de Poli-Histidina
O sistema IMAC (Immobilized Metal Affinity Chromatography) foi introduzido
em 1975, sendo descrito como uma técnica para separação de proteínas através de
afinidade grupo-específica (PORATH et al., 1975). Esta técnica consiste na interação
reversível entre as cadeias laterais de aminoácidos (histidina, cisteína e triptofano)
com íons metálicos de transição e Zn
2+
imobilizados. A purificação ocorre por
afinidade das histidinas a um íon metálico, como por exemplo, o cobalto, fixado a
uma resina.
Com o advento da tecnologia do DNA recombinante, o desenho e produção
de proteínas recombinantes contendo uma etiqueta de poli-histidina tornaram-se
mais simples (HOCHULI et al., 1987; 1988), consistindo na fusão de 6 aminoácidos
histidina (6xHis) à proteína de interesse. Esta fusão, carbóxi ou amino-terminal, pode
ocorrer no DNA por PCR ou por clonagem em vetores contendo esta etiqueta.
1.4.5 Purificação de Complexos Protéicos por TAP tag
O entendimento dos sistemas biológicos depende da análise das redes de
regulação gênica, além da determinação da identidade, modificação e nível de
expressão das proteínas codificadas, bem como a definição das interações entre
elas (PUIG et al., 2001). Alguns métodos foram desenvolvidos para atender a esta
última proposta, dentre eles pode-se destacar um protocolo genérico de purificação
denominado tandem affinity purification (TAP tag) (RIGAUT et al., 1999). Este
protocolo compreende um sistema de alta afinidade para purificação de complexos
protéicos realizado em duas etapas. Uma das suas características é a de permitir a
purificação de complexos protéicos com níveis de expressão protéica próximos aos
naturais, ou seja, sem ocorrer super expressão, o que pode levar à formação de
complexos não-fisiológicos (RIGAUT et al., 1999).
Esta etiqueta de purificação pode ser fusionada à proteína de interesse e é
composta por duas unidades de Proteína A (da bactéria Staphylococcus aureus)
com afinidade por IgG, um sítio de clivagem para a protease TEV (do vírus Tobacco
Etch Virus) e um peptídeo de ligação à calmodulina (calmodulin-binding peptide,
CBP). Na primeira etapa, as unidades de Proteína A se ligarão especificamente a
uma matriz contendo IgG, sendo este complexo clivado com a adição de TEV e
posteriormente eluído. Então, uma segunda purificação com grânulos cobertos por
27
calmodulina é realizada para retirar TEV e contaminantes da etapa anterior. A
segunda etapa ocorre na presença de cálcio e a eluição final é feita na presença de
um agente quelante de cálcio (EGTA).
1.5 Sistemas de Clonagem: Gateway® versus Clonagem Clássica
Os métodos de clonagem clássica envolvem enzimas de restrição para
inserção de segmentos de DNA em vetores. Estas enzimas clivam ou digerem
especificamente regiões dentro da seqüência de DNA, podendo produzir
extremidades coesivas. Isso permite a ligação de segmentos de DNA como a
inserção de genes em vetores. Para isso, é necessária a digestão tanto do vetor
quanto do gene a ser clonado com enzimas que gerem extremidades compatíveis.
Os sítios para estas enzimas podem ser inseridos nos genes por PCR, através de
iniciadores desenhados para esta finalidade. No entanto, nos vetores comerciais
estes sítios geralmente já estão presentes.
O processo de clonagem clássica apresenta algumas dificuldades, dentre as
quais: (i) baixa eficiência na obtenção de clones, causada pela ineficiência da
digestão das moléculas e/ ou proporção do vetor : inserto; (ii) baixa eficiência na
digestão de produtos de PCR; (iii) disponibilidade limitada de sítios de restrição para
alguns genes; (iv) pouca adaptabilidade na transferência de genes entre vetores
com aplicabilidades distintas.
Na tentativa de facilitar o processo de clonagem, foi desenvolvida uma
plataforma de clonagem chamada Gateway® (Invitrogen) baseada nas propriedades
de recombinação do bacteriófago lambda (LANDY, 1989). O bacteriófago lambda se
integra no cromossomo da bactéria Escherichia coli alternando entre os ciclos
lisogênico (integração) e lítico (excisão) (PTASHNE, 1992). A integração ocorre com
a participação das proteínas Integrase do bacteriófago lambda e Fatores de
Integração do Hospedeiro de E. coli, que no sistema Gateway® são combinados na
produção da BP clonase
Enzyme mix. A excisão utiliza estas mesmas proteínas
acrescidas da Excisionase do bacteriófago lambda, reunidas no sistema Gateway®
formando a LR clonase
Enzyme mix. Esta recombinação ocorre através de
seqüências específicas chamadas attachment (att) sites, presentes na bactéria e no
bacteriófago, sendo esta reação direcional e específica.
28
No sistema Gateway® a clonagem é realizada em duas reações. Na primeira
reação (Figura 1.5.1), chamada de reação BP, ocorre a recombinação entre os
sítios attB1/attB2, inseridos por PCR no gene a ser clonado, e os sítios attP1/attP2,
presentes no vetor de entrada (pDONR), gerando um clone de entrada no sistema.
Na segunda reação (Figura 1.5.2), chamada de reação LR, pode-se verificar como
ocorre a recombinação entre os sítios attL1/attL2, presentes no clone de entrada, e
os sítios attR1/attR2, presentes no vetor de destinação escolhido, gerando um clone
de destinação.
Figura 1.5.1: Diagrama esquemático mostrando a recombinação entre os sítios attB e attP,
para a obtenção do clone de entrada. pDONR 221 é um dos vetores disponíveis para entrada no
sistema (Adaptado de Manual Gateway® Technology).
Pela eficiência, adaptabilidade e compatibilidade apresentadas pelo sistema
Gateway® (HARTLEY et al., 2000; WALHOUT et al., 2000a,b; CHEO et al., 2004;
DUPUY et al., 2004), torna-se extremamente favorável a utilização desta plataforma
na construção de vetores de expressão, pois a possibilidade de realizar a
transferência dos genes de interesse para diferentes vetores de destinação com
aplicações distintas (Figura 1.5.3) acelera sobremaneira os estudos de
caracterização de genes.
29
Figura 1.5.2: Diagrama esquemático mostrando a recombinação entre os sítios attL e attR, para
a obtenção do clone de expressão. pDEST17 foi usado como exemplo de vetor de destinação
(Adaptado de Manual Gateway® Technology).
Figura 1.5.3: Representação esquemática da plataforma Gateway® demonstrando as suas
diversas aplicabilidades a partir de um clone de entrada. (Adaptado de Manual Gateway®
Technology).
30
A conversão de vetores para a plataforma Gateway® é realizada através da
inserção do cassete de conversão RfA (Figura 1.5.4), gerando um vetor de
destinação. Este cassete possui os sítios attR1 e attR2, cada um contendo 125
pares de base. A recombinação destes sítios com os sítios attL1 e attL2 (clone de
entrada) é unidirecional e específica.
Para seleção negativa, o RfA possui o gene ccdB (ccd=control of cell death).
O gene ccdB (101 aminoácidos) está localizado no locus ccd, onde também está
localizado o gene ccdA (72 aminoácidos). Este locus participa na manutenção do
plasmídeo F, matando as células que não o contêm (Jaffe et al., 1985). A proteína
ccdA atua inibindo a proteína ccdB que, na ausência de ccdA, torna-se tóxica para a
célula por interferir com a DNA girase bacteriana. Esta enzima auxilia a diminuição
da tensão sofrida pelo DNA nos processos de replicação e transcrição, por exemplo,
e com a sua inibição ocorrem quebras no DNA e morte celular.
Também está presente no cassete RfA o gene que confere resistência ao
cloranfenicol (Cm
R
). O cloranfenicol inibe a tradução protéica atuando na subunidade
ribossomal 50S, mais especificamente impedindo a elongação. A resistência a este
antibiótico permite a seleção dos plasmídeos de destinação contendo RfA (pDEST,
por exemplo) em meio de cultura com cloranfenicol.
Figura 1.5.4: Representação esquemática do cassete RfA. As setas indicam a orientação dos
genes CmR e ccdB, a área em cor rosa representa os nucleotídeos que serão conservados após a
recombinação LR. (Manual Gateway® Technology).
1.6 Desenvolvendo um Sistema para Caracterização de Genes de
Trypanosoma cruzi em Larga Escala
Técnicas de transformação estável aplicáveis aos tripanossomatídeos têm
sido disponibilizadas há vários anos. Tais técnicas têm sido essenciais nas análises
funcionais dos genes destes parasitas, tendo importante papel na caracterização de
genes cruciais para o desenvolvimento e virulência dos parasitas, na análise das
interações parasita-hospedeiro, no estudo dos mecanismos de expressão gênica,
entre outros (TAYLOR & KELLY, 2003).
31
Em Trypanosoma cruzi, fatores como a disponibilidade do genoma
seqüenciado, o grande número de proteínas com função desconhecida e as
dificuldades encontradas na aplicação de genética forward nos estimularam a
desenvolver um sistema para expressão protéica, combinando eficiência,
adaptabilidade e compatibilidade e proporcionando assim uma ferramenta que
permite análises por genética reversa em uma plataforma em larga escala.
32
2 OBJETIVO GERAL
Desenvolver e caracterizar vetores para expressão de proteínas em
Trypanosoma cruzi e Crithidia fasciculata, utilizando diferentes promotores e
resistências a antibióticos, etiquetas para purificação e localização intracelular
destas proteínas em ensaios de transfecção em um sistema para clonagem em alta
demanda.
33
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Organismos
Escherichia coli:
• cepa DH5α: (F
-
recA1 endA1 hsdR17(r
k
-
, m
k
+
) supE44 λ
-
thi-1 gyrA96 relA1);
• cepa ccdB resistente: (F
-
mcrA ∆(mrr-hsdRMS-mcrBC) Φ80lacZ∆M15 ∆lacX74
recA1 ara∆139 ∆(ara-leu)7697 galU galK rpsL (Str
R
) endA1 nupG tonA::P
trc
-
ccdA);
• cepa XL1-Blue: recA1 endA1 gyrA96 thi-1 hsdR17 supE44 relA1 lac (F´ proAB
lacIqZ∆M15 Tn10 (Tetr)).
Crithidia fasciculata: Isolado de Anopheles quadrimaculatus, como descrito por
Noguchi & Tilden (1926) e cedido pelo laboratório da Dra. Maria Cristina Machado
Motta, UFRJ.
Trypanosoma cruzi: Formas epimastigotas do clone Dm28c (GOLDENBERG et al.,
1984).
3.2 Meios de Cultura
LB (Luria Bertani): triptona 10 g/l, extrato de levedura 5 g/l, NaCl 5 g/l.
LIT B (Liver Infusion Tryptose) acrescido de penicilina: extrato de levedura 15
g/l, fosfato dibásico de sódio 11,56 g/l, glicose 2,2 g/l, hemina 0,02 g/l, infuso de
fígado 5 g/l, KCl 0,4 g/l, NaCl 4,4 g/l, soro fetal bovino 10 % (v/v), triptose 5 g/l,
penicilina 63 mg/l, pH ajustado para 7,2 com HCl.
3.3 Reagentes e Genes Sintéticos
Amersham-Pharmacia Biotech:
• Anticorpo monoclonal anti-histidina 1,4 – 2,8 mg/ml;
• Calmoduline Sepharose;
• dCTP Phosphorus-32;
34
• Endonucleases de restrição SalI, HindIII e NdeI;
• Ficoll 400;
• Hybond membrana de náilon e nitrocelulose;
• Hyperfilm MP;
• IgG Sepharose.
Becton Dickinson:
• Extrato de levedura;
• Tripticase.
Boehringer Mannheim:
• Endonucleases de restrição SacI e XbaI;
• SuRE/Cut buffers.
Clontech Laboratories, Inc.:
• TALON Metal Affinity Resins.
Difco:
• Infuso de fígado;
• Triptose.
Eppendorf:
• Triple Master DNA Polimerase.
Fisher Scientific:
• Meio de cultura Luria Bertani.
GenScript:
• GSNEO (gene sintético da neomicina fosfotransferase, inserido entre as
regiões intergênicas 35.1);
• GSPDM28c (gene sintético do promotor ribossomal 18S do clone Dm28c de
Trypanosoma cruzi, seguido da região intergênica 35.1 e da região
codificadora para 6 histidinas);
• GSPT7 (gene sintético do promotor do bacteriófago T7, seguido de 3 cópias
do operador de tetraciclina, da intergênica 35.1 e da região codificadora para 6
histidinas);
• Oligonucleotídeos.
Gibco:
• PBS estéril;
• RNA 0,24-9,5 kb Ladder.
35
Invitrogen:
• 1 Kb Plus DNA Ladder;
• Alexa Fluor 488 anti-camundongo 2 mg/ml;
• BenchMark Ladder;
• Cassete RfA (Gateway®);
• Enzima TEV;
• LR Clonase II enzyme mix;
• Nick Translation System;
• Proteinase K;
• Taq DNA Polimerase.
Millipore:
• Colunas microcon 30 (Microcon
Amicon Bioseparations).
Molecular Probes:
• Anticorpo monoclonal anti-GFP mAB 3E6 1 mg/ml.
New England Biolabs:
• Endonucleases de restrição ApaI, BamHI, EcoRI, KpnI, SpeI, SphI e XhoI;
• NEBuffers;
• BSA (albumina sérica bovina).
Promega:
• pGEM T – easy Vector System;
• BCIP (Bromo-Chloro-Indolyl Phosphate);
• NBT (NitroBlue Tetrazolium);
• Fosfatase Alcalina de Camarão;
• Wizard PCR Preps DNA Purification System.
Qiagen:
• QIAprep Spin Miniprep Kit;
• HiSpeed Plasmid Midi Kit.
RDI-Fitzgerald:
• Anticorpo monoclonal anti-c-myc 1 mg/ml, clone 9E10.
Roche:
• High Pure PCR Product Purification Kit.
Sigma-Aldrich:
• Agarose;
36
• Albumina Sérica Bovina Fração V;
• Ampicilina;
• Anticorpo anti-camundongo IgA conjugado à fosfatase alcalina;
• Cloranfenicol;
• G418;
• Higromicina B;
• Ponceau S;
• Tampão de amostra para RNA.
Stratagene:
• pBluescript II KS(-);
• Pfu Ultra DNA Polimerase.
The Mid Land:
• Oligonucleotídeos.
USB:
• pUC 18;
• T4 DNA ligase.
Virginia Commonwealth University:
• Oligonucleotídeos.
3.4 Soluções e Tampões
AP Buffer (tampão para fosfatase alcalina): tris-HCl 100 mM pH 9,5, NaCl 100
mM, MgCl
2
5 mM;
Brometo de Etídio: solução 2,5 µg/ml;
Coomassie: azul de Coomassie R-250 0,1%, metanol 4,5%, ácido acético 10%, H
2
O
45%;
Denhardt’s 50x: Ficoll tipo 400 10 g/l, polivinilpirrolidone 10 g/l, albumina de soro
bovina (BSA) fração V 10 g/l;
Fenol/clorofórmio/álcool isoamílico: fenol saturado 25 partes, clorofórmio 24
partes, álcool isoamílico 1 parte, tris-HCl 100 mM pH 8,0 10 partes;
Gel de agarose desnaturante: agarose 0,75% em MOPS, formaldeído 2,2 M;
MOPS (ácido 3-morfolinopropanosulfônico): acetato de sódio 5 mM, EDTA 2 mM
pH 7,5, MOPS 20 mM;
37
PBS (solução salina de fosfato) 10x: KCl 2,7 mM, KH
2
PO
4
1,5 mM,
Na
2
HPO4.7H
2
0 4,3 mM, NaCl 137 mM;
Solução de descoloração para SDS-PAGE: metanol 30%, ácido acético 10%, H
2
O
60%;
Solução de eletroporação: NaCl 140 mM, HEPES ácido 25 mM, Na2HPO4 0,74
mM;
Solução de pré-hibridização para northern blot: formamida desionizada 50%,
SSC 5x, Denhardt’s 5x, SDS 0,5%, DNA fita simples de esperma de salmão 100
µg/ml;
Solução de hibridização para northern blot: formamida desionizada 50%, SSC 5x,
Denhardt’s 5x, SDS 0,5%;
Solução de hibridização para Southern-blot: SSC 6x, Denhardt’s 5x, SDS 0,1%,
DNA fita simples de esperma de salmão 100 µg/ml;
SSC (solução salina de citrato) 20x: citrato de sódio 0,3 M pH 7,0, cloreto de sódio
3 M;
Tampão de amostra para eletroforese de DNA 6x: azul de bromofenol 0,25%,
xileno cianol 0,25%, glicerol em H
2
O 30%;
Tampão de amostra para SDS-PAGE 4x: tris-HCl 160 mM pH 6,8, SDS 4%, β-
mercaptoetanol 10%, glicerol 24%, azul de bromofenol 0,02%;
Tampão de eluição C: tris-HCl 10 mM pH 8,0, NaCl 150 mM, NP-40 0,1%, β-
mercaptoetanol 10 mM, acetato de magnésio 1 mM, imidazol 1 mM, EGTA 20 mM;
Tampão de ligação C: tris-HCl 10 mM pH 8,0, NaCl 150 mM, NP-40 0,1%, β-
mercaptoetanol 10 mM, acetato de magnésio 1 mM, imidazol 1 mM, CaCl
2
4 mM;
Tampão de ligação IgG: tris-HCl 10 mM pH 8,0, NaCl 150 mM, NP-40 0,1%;
Tampão de lise celular para TAP tag: tris-HCl 10 mM pH 8,0, MgCl
2
5 mM, NP-40
0,5%, DTT 0,5 mM, EDTA 1 mM, KCl 0,1 M, glicerol 17%, PMSF 1 mM, E64 10 µM;
Tampão de lise celular para técnica da palitagem: glicerol 5%, SDS 0,5%, EDTA
5 mM, NaOH 50 mM, azul de bromofenol;
Tampão para SDS-PAGE: tris-base 25 mM, glicina 192 mM, SDS 0,1%;
Tampão TEV: tris-HCl 10 mM pH 8,0, NaCl 150 mM, NP-40 0,1%, DTT 1 mM, EDTA
0,5 mM;
Tampão TMK: tris-HCl 20 mM pH 8,0, MgCl2 10 mM, KCl 50 mM;
Tampão TMK, RNase, inibidores de proteases e imidazol: tampão TMK, heparina
10 µg/ml, E 64 10 µM, PMSF 1 mM, RNase A 100 µg/ml, imidazol 10 mM;
38
Tampão TMK para lise celular 10x: tampão TMK, sacarose 2 M, NP-40 10%.
TBE 1x: tris-base 89 mM, ácido bórico 89 mM, EDTA 2 mM;
TE: tris-HCl 10 mM pH 8,0, EDTA 1 mM pH 8,0;
TELT: tris-HCl 50 mM pH 8,0, EDTA 62,5 mM pH 9,0, LiCl 2,5 M, Triton X-100 4%.
3.5 Composição SDS-PAGE
Gel 13 %: acrilamida (33/0,9%) 3,8 ml, H
2
O 4,6 ml, tris-HCl 2,5 M pH 8,0 1,6 ml,
SDS 100 µl, persulfato de amônio 70 µl, TEMED 7 µl;
Gel 15 %: acrilamida (33/0,9%) 4,4 ml, H
2
O 4,0 ml, tris-HCl 2,5 M pH 8,0 1,6 ml,
SDS 100 µl, persulfato de amônio 70 µl, TEMED 7 µl;
Gel de empilhamento (stacking): acrilamida (33/0,9%) 0,7 ml, H
2
O 3,7 ml, tris-HCl
1 M pH 6,8 0,6 ml, SDS 50 µl, persulfato de amônio 35 µl, TEMED 7 µl.
3.6 Equipamentos e Acessórios
Amersham-Pharmacia Biotech:
• Cuba de eletroforese vertical – EPS 301;
• Espectrofotômetro GeneQuant pro.
Applied Biosystems:
• Gene Amp PCR System 9700;
• ABI Prism 3100 Analisador Genético.
Axygen:
• Ponteiras 1-10 µl, 2-200 µl, 200-1000 µl;
• Tubos de 0,2 e 1,5 ml.
Bio-Rad:
• Eletroporador Gene Pulser II.
Biocycler:
• Peltier Thermal Cycler MJ96G.
Casplast:
• Capela de exaustão de gases / CPE.
39
ELGA:
• Sistema de ultrapurificação de água modelo MLB 186487.
Eppendorf:
• Centrífugas modelos 5415 D, 5417 R e 5810 R;
• Thermomixer Comfort;
• Termociclador Mastercycler.
Fanem:
• Banho-Maria modelos 102R e 100;
• Estufa incubadora para B.O.D. modelo 347;
Gilson:
• Micropipetas pipetman P2, P10, P200 e P1000.
Hitachi:
• Himac CR 21G – High-Speed Refrigerated Centrifuge.
Hoefer Scientific Instruments:
• Sistema para eletroforese vertical mighty small II SE 250;
• Sistema para eletroforese horizontal mini horizontal submarine unit;
• Sistema para transferência de proteínas gel-membrana mighty small transphor
TE 22;
• Estufa para hibridização (northern, Southern blot) Red Roller II hybridization
oven.
Jouan-Precision:
• Incubadora 37 °C.
Mini-Instruments:
• Mini-monitor Geiger-Müller tube.
National Labnet:
• Vortex mixer S 1000.
New Brunswick Scientific:
• Agitador orbital;
• Incubador agitador Innova 4080.
Nikon:
• Microscópios Eclipse TS 100, Eclipse E 400 e Eclipse E 600.
Ohaus Corporation:
• Balança modelo NOB110.
40
Orion:
• pHmetro modelo 520A.
Roper Scientific Photomertics:
• Câmera CCD CoolSNAP-Pro cf Color
Scie-Plas:
• Sistema para eletroforese horizontal modelos HU 6, HU 10 e HU 13.
Sorvall:
• Centrífuga refrigerada modelo RC 5B Plus.
Spectromics Corporation:
• Spectrolinker XL-1500 UV crosslinker.
Techne:
• Hybridiser HB-1D.
TPP:
• Frascos de 25 cm
2
para cultura celular;
• Pipetas estéreis de 1, 2, 5, 10 e 25 ml.
UVP:
• UV White Darkroom.
Veco:
• Fluxo laminar VLFS 12 classe 2.
3.7 Softwares
DNASTAR:
• EditSeq, MapDraw, MegAlign, PrimerSelect, SeqMan.
Invitrogen:
• Vector NTI 10.3.0.
Laboratório do Dr. Phil Green:
• Phred, Phrap, Consed.
Media Cybernetics:
• Image-Pro Plus.
NCBI:
• Blast.
41
UVP:
• LabWorks Analysis Software.
3.8 Desenho dos Oligonucleotídeos (Iniciadores)
Os oligonucleotídeos foram desenhados através do programa PrimerSelect,
buscando-se, quando possível, condições de baixa energia para formação de
dímeros e grampos nas reações de PCR. Os oligonucleotídeos apresentaram tm
(temperature melting) entre 60 e 75 °C (Tabela 3.8.1 eTabela 3.8.2).
Dentre os oligonucleotídeos, aos quais foram incorporados sítios de restrição,
a maior parte teve a extremidade 5’ determinada em função de melhorar a eficiência
da digestão dos produtos de PCR. Para tal, seguiram-se as especificações contidas
no site da empresa New England Biolabs. Os oligonucleotídeos empregados nas
amplificações durante a construção dos vetores estão especificados na Tabela
3.8.1.
Tabela 3.8.1: Oligonucleotídeos empregados nas amplificações das diversas ORFs e cassetes
utilizados na construção dos vetores.
CDS
/CASSETE
DNA MOLDE
tm (°C)
OLIGONUCLEOTÍDEOS 5’ 3’
T7RNApol pGEM-
T easy
62,1 A1-CGgaattcATGAACACGATTAACATC
70,7 R1-CGgaattcTTACGCGAACGCGAAGTCCG
RfA (1) pCR-B
lunt
65,5 A2-GGAATTCcatatgATCACAAGTTTGTACAAAAAAG
68,8 R2-GGggtaccCATCACCACTTTGTACAAGAAAG
RfA (2)
pCR-
Blunt
63,1 A3-GCtctagaATCACAAGTTTGTACAAAAAAG
64,3 R3-GGactagtATCACCACTTTGTACAAGAAAG
RfA (3) pCR-
Blunt
63,1 A4-GCtctagaATCACAAGTTTGTACAAAAAAG
67,6 R4-GGggtaccATCACCACTTTGTACAAGAAAG
GFP
pEGFP-
3
75,2 A5-GGgcatgcATGAGCAAGGGCGAGGAGCTG
66,6 R5-GGtctagaCTTGTACAGCTCGTCCATG
CFP/YFP
pDH3/5
66,4 A6-GGgcatgcATGAGTAAAGGAGAAGAAC
60,7 R6-GGtctagaTTTGTATAGTTCATCCATG
TAP-tag pW9
71,2 A7-GGgcatgcATGAAAGCTGATGCGCAAC
59,7 R7-GGtctagaTATAAATATGTAGATAGGGAC
(1) - Cassete clonado no vetor pNUS-PT7H. (2) - Cassete clonado no vetor pTcPR-HisN. (3) -
Cassete clonado no vetor pTcPT7-HisN-HisN. A = anterógrado, R = retrógrado. tm = temperature
melting. Em caixa baixa estão representados os sítios de restrição para EcoRI (gaattc), NdeI (catatg),
KpnI (ggtacc), XbaI (tctaga), SpeI (actagt) e SphI (gcatgc).
42
Os oligonucleotídeos utilizados no seqüenciamento (Tabela 3.8.2) foram
desenhados de acordo com as duas seguintes regras: (i) O local de anelamento dos
oligonucleotídeos deveria estar, no mínimo, 100 pares de bases a montante do início
do segmento de DNA analisado; (ii) Os sítios de anelamento dos oligonucleotídeos
internos deveriam possuir entre eles um intervalo entre 400 e 500 pares de bases.
Estas regras foram adotadas com base nos dados obtidos em outros
seqüenciamentos realizados pelo mesmo equipamento, de modo a obter uma boa
qualidade em toda região seqüenciada.
Tabela 3.8.2: Oligonucleotídeos utilizados no seqüenciamento dos vetores construídos.
REGIÃO SEQÜENCIADA
tm (°C)
OLIGONUCLEOTÍDEOS 5 ’ 3’
pBluescript/GSNEO
59,6 R*-CACAGGAAACAGCTATGACC
GSNEO
67,6 A8-CCGCTCGAGATGATTGAACAAGATGGATT
69,5 R8-CCGCTCGAGTCAGAAGAACTCGTCAAGAA
62,1 R9-CAGTTCATTCAGGGCACCG
RfA/GSNEO
63,2 A9-CAGCCACCGCGAAAATGAC
RfA
63,1 A10-GCTCTAGAATCACAAGTTTGTACAAAAAAG
65,5 A11-GGAATTCCATATGATCACAAGTTTGTACAAAAAAG
62,4 A12-TATCCCAATGGCATCGTAAAGAAC
61 A13-CAGGTTCATCATGCCGTTTG
64,3 R10-GGACTAGTATCACCACTTTGTACAAGAAAG
67,6 R11-GGGGTACCATCACCACTTTGTACAAGAAAG
68,8 R12-GGGGTACCCATCACCACTTTGTACAAGAAAG
RfA/GSPT7 ou GSPDm28c
ou Etiquetas
62,1 R13-CTTCCTTAGCTCCTGAAAATCTCG
GSPDm28c/RfA ou
RI 35.1/Etiquetas
62,6 A14-GTGTGGGTCGCAAAATGTCA
GSPDm28c/pBluescript
66,1 R14-CACGCACAGCACGCAAATAAACAT
pBluescript/GSPDm28c
62,3 A*-GTTGTAAAACGACGGCCAGT
TcExp02A01/6 Histidinas
77,2 R15-GGGGACCACTTTGTACAAGAAAGCTGGGT...
...CATCTACACGGCGATCATTGCG
CFP ou YFP/RfA
66,4 A15-GGGCATGCATGAGTAAAGGAGAAGAAC
GFP/RfA
75,2 A16-GGGCATGCATGAGCAAGGGCGAGGAGCTG
TAP-
tag/RfA
71,2 A17-GGGCATGCATGAAAGCTGATGCGCAAC
T7RNApol
64,1 A18-CTGCCGCCAAGCCTCTC
62,5 A19-CAAAATGCTGGCGTAGTAGGTC
64,5 A20-CAAGGCTCGCAAGTCTCGC
64,1 A21-CTCCGAGATGAGGTAGGTGGTC
62,5 A22-GCTGCTGAGGTCAAAGATAAGAAG
63,1 A23-CTTTTGCACTGATTCACGACTCC
T7/PGKB5’
63,7 R16-GGGAGTAGGGTAGTGATGAGAGG
PGKA3’/T7
61,9 R17-GATGAAGGAGTGCCCAAGAAG
As regiões separadas por barra correspondem às fusões destas. Etiquetas = GFP, CFP, YFP, TAP-
tag, c-myc. * = iniciadores universais M13. A10 foi utilizado para os vetores pTcPT7-HisN e pTcPR-
HisN. A11 e R12 foram utilizados para pNUS-PT7-RfAH. R10 foi utilizado para pTcPR-HisN. R11 foi
utilizado para pTcPT7-HisN. tm = temperature melting. A = anterógrado, R = retrógrado.
43
Tabela 3.8.3: Oligonucleotídeos utilizados exclusivamente nas PCRs para caracterização
molecular dos vetores.
VETOR OU CLONE
tm (°C)
OLIGONUCLEOTÍDEOS 5 ’ 3’
pNUS-T7N 69,5 R18-CCGCTCGAGTCAGAAGAACTCGTCAAGAA
pNUS-PT7-RfAH 71,6 R19-GGCTCGAGCTATTCCTTTGCCCTCGGAC
68 A24-GGCTCGAGATGAAAAAGCCTGAACTCAC
pTcPR-HisN e derivados 65 R20-TCTAGAGTGATGGTGATGGTGATGC
tm = temperature melting. A = anterógrado, R = retrógrado.
3.9 Reações de PCR
Para as reações realizadas a partir de plasmídeos como molde, foram
utilizados 2 a 10 ng de DNA e, partindo-se de DNA genômico, 50 ng. Para a
amplificação dos insertos aplicados nas clonagens foi utilizada enzima de alta
fidelidade (Pfu Ultra DNA Polimerase) e para as reações de PCR de colônia e
confirmação das clonagens utilizou-se enzima de alta processividade (Taq DNA
Polimerase).
A maioria das reações de PCR foi realizada com a seguinte programação: 94
ºC por 4 min, (94 ºC por 30 s / Y ºC por 30 s / 72 ºC por X min) durante 30 ciclos, 72
ºC por 7 min, onde X variou de acordo com o tamanho da seqüência, sendo usada a
relação de 1 min para cada 1.000 pares de base de DNA. A letra Y é relativa à
temperatura de anelamento selecionada que foi de aproximadamente 5 °C abaixo da
tm de cada par de iniciadores (Tabela 3.8.1). Os reagentes utilizados nas reações
de PCR e suas respectivas concentrações finais foram: dNTPs (0,1 a 0,25 mM
cada), cloreto de magnésio (1,5 mM, somente para as reações com Taq DNA
Polimerase), iniciadores (0,2 a 0,4 µM), Taq ou Pfu DNA Polimerase (0,5 U/10 µl de
reação) e tampão 1x para as enzimas.
As PCRs feitas para caracterização molecular dos vetores foram realizadas
com Taq DNA Polimerase e seguiram as seguintes condições para anelamento e
extensão: temperatura de anelamento de 55 °C e 3 diferentes tempos de extensão,
sendo de 2 min para os produtos de até 2 kb, 4 min para os produtos entre 2 e 4,6
kb e 6 min para os produtos com tamanho a partir de 4,6 kb.
Após a avaliação da PCR por eletroforese em gel de agarose, fez-se a
purificação dos produtos de PCR através de kits comerciais da Promega e Roche,
que utilizam isotiocianato de guanidina e colunas de fibra de vidro para purificação
do DNA amplificado.
44
As PCRs de colônia seguiram as mesmas condições descritas acima, no
entanto, o DNA molde estava contido nas colônias bacterianas transformadas. Para
cada reação utilizou-se uma colônia, a qual foi transferida da placa de cultura para o
tubo de PCR ou placa de 96 poços e posteriormente para outra placa de cultura
(placa-mestre), através de um palito de madeira. Este processo foi realizado antes
da adição da mistura de reagentes ao tubo de PCR.
3.10 Reações de Digestão
As reações de digestão foram realizadas a partir de 2 a 5 µg de DNA e 10 a
20 U de endonuclease de restrição, num volume final de 30 a 60 µl. Conforme
especificação do fabricante fez-se ou não a suplementação com BSA. O tempo de
incubação foi de 3 horas, para digestão de vetores, e de 16 a 20 horas, para
digestão de produtos de PCR. As incubações ocorreram a uma temperatura de 37
ºC (exceto para ApaI, a 25 ºC).
Para digestões com duas enzimas, fez-se apenas uma reação nos casos em
que houve compatibilidade dos tampões de reação, caso contrário, as digestões
foram feitas separadamente. A inativação das digestões foi feita pelo calor (65 ºC
por 20 min), quando possível, ou através de fenol/clorofórmio/álcool isoamílico, para
o qual seguiu-se o seguinte protocolo: aumentou-se o volume da reação com H
2
O
para 100 µl e fez-se a adição do mesmo volume de fenol/clorofórmio/álcool
isoamílico. Então a amostra foi submetida à agitação em vortex e centrifugada por 3
min a 13.000 rpm e, a seguir, fez-se a coleta da fase superior e precipitação do
material com 1/10 do volume de acetato de sódio 3 M e 2 a 3 vezes o volume de
etanol 100%. Esta mistura foi incubada em gelo seco por 20 min, centrifugada por 20
min a 13.000 rpm, a seguir descartou-se o sobrenadante e lavou-se 3 vezes com 1
ml de etanol 70% centrifugando por 5 min a 13.000 rpm para cada lavagem. O
sedimento obtido foi seco a temperatura ambiente ou a 50 °C por 10 min e
ressuspenso em 10 a 20 µl de H
2
O.
Nas digestões duplas feitas separadamente, nos casos em que a inativação
da primeira enzima pudesse ser feita pelo calor, fez-se o uso de colunas microcon
30 para a lavagem e troca de tampões. Este procedimento foi realizado adicionando-
se à coluna o volume da reação e H
2
O, para 500 µl e, então centrifugando-se esta
45
durante aproximadamente 12 min a 14.000 g. Em seguida, fez-se a inversão da
coluna em outro tubo, centrifugando-se por 3 min a 1.000 g, obtendo-se a amostra
de DNA. As digestões de vetores foram confirmadas através de eletroforese em gel
de agarose, corado com brometo de etídio e visualizado com exposição à luz
ultravioleta, fazendo-se comparação com a amostra não-digerida.
As digestões de pUC57, contendo os cassetes GSNEO, GSPT7 e
GSPDm28c, foram submetidas a eletroforese em gel de agarose para purificação
das bandas correspondentes a estes cassetes. Estas bandas foram preservadas do
contato com brometo de etídio e luz UV, utilizando-se como guias para os cortes
uma pequena quantidade das mesmas digestões, aplicadas nas canaletas
adjacentes do gel. Os géis foram cortados, corando-se apenas as amostras guias,
então fez-se a excisão das bandas de interesse com bisturi. O DNA foi separado da
agarose através de purificação em ponteiras com filtro, centrifugando-se a 6.000 rpm
por 5 min. Finalmente estas amostras foram concentradas por precipitação com
etanol ou microcon, como descrito neste item.
3.11 Reações de Ligação
Após a digestão dos insertos e dos plasmídeos, procedeu-se a ligação dos
mesmos catalisada pela enzima T4 DNA ligase. As reações foram realizadas com 30
a 50 ng de vetor, excesso molar de 3 a 10 vezes do inserto (exceto para c-myc, onde
usou-se um excesso de 100 vezes), 1 U de ligase, tampão para ligase 10x e H
2
O
para 10 a 50 µl. A incubação foi realizada a 16 ºC em banho seco durante 16 horas.
O excesso molar diferencial para c-myc foi usado devido à baixa eficiência na
hibridização das fitas dos seus oligonucleotídeos.
Para se determinar a quantidade de inserto a ser utilizada, fez-se a relação
entre a massa e o número de moléculas do vetor e do inserto. Este cálculo foi
realizado da mesma maneira para todas as clonagens, diferindo apenas no excesso
de inserto usado.
A determinação da concentração das amostras foi realizada em
espectrofotômetro em um comprimento de onda de 260 nm. Para as ligações
realizadas a partir de digestão com duas enzimas, foram realizados controles, como
ligação sem o inserto e ligação sem o inserto e sem a DNA ligase. Para as ligações
46
entre vetor e inserto, digeridos com apenas uma enzima ou com XbaI/SpeI, pois
estas geram extremidades coesivas idênticas, realizou-se tratamento prévio do vetor
com fosfatase alcalina de camarão através do seguinte protocolo: 200 a 500 ng do
vetor digerido, purificado com etanol ou microcon, 1 U de fosfatase alcalina de
camarão, tampão 10x para a fosfatase e H
2
O para um volume final de 30 a 50 µl.
Esta reação foi incubada em banho-maria a 37 °C dur ante 1 hora e inativada a 65 °C
por 15 min. Em seguida, procedeu-se a ligação como descrito.
3.12 Validação dos Resultados
Para validar os resultados com os vetores construídos durante este trabalho,
os vetores de destinação pTcPR-HisN e seus derivados contendo GFP, CFP, YFP,
TAP tag e c-myc e o vetor pNUS-PT7-RfAH foram recombinados, através da reação
LR Gateway®, com 3 genes de T. cruzi originando 21 clones de destinação (Tabela
3.12.1). Estes genes foram estudados em outro projeto desenvolvido no IBMP
(PRETI, 2007), sendo que já estavam inseridos na plataforma Gateway® através da
clonagem em pDONR 221. O primeiro gene, Tc00.1047053510877.30 (A1), possui
693 pb e codifica uma proteína hipotética de 25 kDa. O segundo gene,
Tc00.1047053507001.70 (C1), possui 909 pb e codifica uma proteína de 35,5 kDa,
anotada como uma suposta sintaxina. Por último, o terceiro gene,
Tc00.1047053506559.380 (C4), contém 546 pb e codifica uma proteína de 21 kDa,
supostamente fazendo parte do grupo das centrinas.
Para cada reação foram utilizados 120 ng do clone de entrada e 120 ng do
vetor de destinação, 2 µl da enzima LR Clonase II e o volume foi completado para 10
µl com TE pH 8,0. As reações foram incubadas por 2 horas em banho seco a 25 ºC
e inativadas com 1 µl de proteinase K por 10 min em banho-maria a 37 ºC,
totalizando 21 recombinações. As transformações com estas reações seguiram o
protocolo conforme o item 3.13.
47
Tabela 3.12.1: Recombinações com genes de T. cruzi para validação dos vetores.
GENE VETOR
A1 C1 C4
pTcPR-HisN pTcPR-HisN(A1) pTcPR-HisN(C1) pTcPR-HisN(C4)
pTcPR-GFPN pTcPR-GFPN(A1) pTcPR-GFPN(C1) pTcPR-GFPN(C4)
pTcPR-CFPN pTcPR-CFPN(A1) pTcPR-CFPN(C1) pTcPR-CFPN(C4)
pTcPR-YFPN pTcPR-YFPN(A1) pTcPR-YFPN(C1) pTcPR-YFPN(C4)
pTcPR-TAPN pTcPR-TAPN(A1) pTcPR-TAPN(C1) pTcPR-TAPN(C4)
pTcPR-mycN pTcPR-mycN(A1) pTcPR-mycN(C1) pTcPR-mycN(C4)
pNUS-PT7-RfAH pNUS-PT7-RfAH(A1) pNUS-PT7-RfAH(C1) pNUS-PT7-RfAH(C4)
3.13 Transformação em Escherichia coli
Após as reações de ligação, ou simplesmente para propagação de algum
plasmídeo, realizou-se a transformação em E. coli, utilizando-se tanto bactérias
quimiocompetentes quanto eletrocompetentes. Para a transformação, um volume de
2 µl (clonagens clássicas) ou 5 a 10 µl (recombinações Gateway®) das ligações foi
misturado com aproximadamente 50 µl de células. As clonagens clássicas e
propagações de plasmídeos utilizaram cepas DH5α, XL1-Blue e ccdB resistentes
(plasmídeos contendo RfA) quimio ou eletro-competentes. As recombinações
Gateway® utilizaram exclusivamente a cepa DH5α.
Para as células quimiocompetentes, seguiu-se o seguinte protocolo de
transformação: 30 min no gelo, 2 min em banho-maria a 42 ºC, 5 min no gelo. Para
as células eletrocompetentes, fez-se a eletroporação em cubetas de 0,2 cm, a 2,5
kV, 25 µF e 200 a 500 Ω. Em seguida, adicionou-se 1 ml de meio LB e incubou-se a
37 ºC durante 1 hora com agitação de aproximadamente 220 rpm. Em seguida, fez-
se o plaqueamento de 5 a 100 µl das culturas ou reduziu-se o volume por
centrifugação durante 2 min a 6.000 rpm para o plaqueamento de toda a amostra.
Foram utilizadas placas contendo meio LB e antibióticos específicos para as
seleções, sendo eles ampicilina 100 µg/ml e/ou cloranfenicol 34 µg/ml ou kanamicina
50 µg/ml. Após crescimento de 16 a 20 horas em estufa a 37 ºC, fez-se a seleção
dos clones.
48
3.14 Seleção e Confirmação dos Clones e Preparação dos
Plasmídeos
Para a seleção dos clones nos processos de clonagem clássica, cujos
insertos possuíam mais de 300 pb, foi utilizada a técnica de palitagem, tendo-se
como controle de tamanho o vetor sem o inserto (em bactéria). Esta técnica foi
realizada transferindo-se colônias, resultantes das transformações em E. coli, para
tubos de 1,5 ml ou placa de 96 poços com o auxílio de palitos de madeira (uma
colônia por tubo ou poço). Uma porção destas colônias foi concomitantemente
transferida para a placa mestre, a fim de se recuperar os clones encontrados. Em
seguida, adicionou-se 20 µl de tampão de lise aos tubos ou poços contendo as
colônias e incubou-se a 65 ºC por 10 min. Estas amostras foram submetidas a
eletroforese em gel de agarose 0,8%.
Para a seleção dos clones a partir das clonagens do adaptador PT7 e das
recombinações Gateway® foi realizada PCR de colônia, cujos iniciadores estão
especificados na Tabela 3.14.1. O número de colônias analisadas variou de acordo
com a dificuldade na obtenção dos clones, no entanto, geralmente iniciou-se com 30
colônias para as clonagens clássicas e 5 colônias para as recombinações
Gateway®.
Após a seleção dos clones, a partir da placa mestre, fez-se o inóculo das
colônias em meio LB líquido (5 a 50 ml), contendo o antibiótico apropriado. Estas
culturas cresceram a 37 ºC com agitação de 220 rpm durante 16 a 18 horas. Após
centrifugação a 6.800 g por 3 min (culturas de 5 ml) ou 10 min (culturas de 50 ml),
obteve-se o sedimento, o qual foi submetido à lise alcalina segundo o protocolo do
kit comercial QIAprep Spin Miniprep Kit (Qiagen), que utiliza colunas de sílica para
purificação do DNA plasmidial em pequena e média escalas.
Independente da maneira de seleção dos clones, todas as clonagens foram
confirmadas por digestão das minipreparações dos clones com as mesmas enzimas
utilizadas nos processos de clonagem (exceto para a clonagem do epítopo c-myc e
para as recombinações Gateway®). A orientação do gene da T7 RNA Polimerase foi
verificada após digestão com XbaI e KpnI ou XbaI e NdeI. Também foi realizado
seqüenciamento a cada etapa de clonagem (exceto para a maioria das
49
recombinações Gateway®), o qual foi realizado pelo método de Sanger através do
analisador ABI Prism 3100.
Tabela 3.14.1: Oligonucleotídeos utilizados nas PCRs de colônia para confirmação das
recombinações Gateway® e clonagem do adaptador PT7.
Clonagem
tm (°C)
Oligonucleotídeos 5 ’ 3’
A1
77,3 A25-
GGGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTTCATGCCTGCGTATCCGTCCC
77,2 R21-
GGGGACCACTTTGTACAAGAAAGCTGGGTCATCTACACGGCGATCATTGCG
C1
77 A26-
GGGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTTCATGGCGTCACGGGATCGTAC
77,4 R22-
GGGGACCACTTTGTACAAGAAAGCTGGGTCCGTCACCGCCTTCAAAAAGAG
C4
77,5 A27-
GGGGACAAGTTTGTACAAAAAAGCAGGCTTCTCGACAACACGCGCTGCTG
77,1 R23-
GGGGACCACTTTGTACAAGAAAGCTGGGTCGTAATCCTCATCCTCTAGCA...
…TGATGGC
Adaptador
59,6 A28-TCAGTGATAGCGGGATAGTC
PT7 61,8 R24-GAAGTGGACAGAGCGGAATG
A = anterógrado, R = retrógrado.
3.15 Construção dos Vetores para Transfecção em Crithidia
fasciculata
Os plasmídeos base escolhidos na construção dos vetores para C. fasciculata
foram pNUS-HcN e pNUS-HcH (TETAUD et al., 2002). Estes vetores possuem as
seguintes regiões intergênicas (RI) de Crithidia fasciculata: 3’UTR fosfoglicerato
quinase A (PGKA), 5’UTR fosfoglicerato quinase B (PGKB) e 3’UTR
glutationilespermidine sintetase (GspS). Tais vetores não possuem promotor, no
entanto as RIs dirigem a transcrição, além de permitirem os processos de trans-
splicing e poliadenilação dos genes clonados. Outras características destes vetores
é a presença de um sítio de clonagem múltipla (MCS), uma etiqueta C-terminal para
6 histidinas e resistência aos antibióticos neomicina ou higromicina.
A estratégia do sistema desenvolvido neste trabalho consiste na utilização
conjunta de dois vetores. Um deles expressando a RNA Polimerase do bacteriófago
T7 (T7RNP), que promove a transcrição no vetor contendo promotor de T7RNP.
Neste outro vetor foi clonado o promotor para a T7RNP (PT7), seguido de 3 cópias
do operador de tetraciclina (TetO), arranjo que permite a regulação da expressão
gênica induzível por tetraciclina. Para tornar este sistema compatível com a
50
plataforma de clonagem Gateway®, também foi clonado o cassete reading frame A
(RfA) neste vetor.
No vetor pNUS-HcN foi clonada a região codificadora (CDS) da T7RNP (2.652
pares de base), a qual estava originalmente clonada no vetor pGEM-T easy. Esta foi
amplificada (conforme o item 3.9) inserindo-se nas suas extremidades o sítio para
endonuclease de restrição (ER) EcoRI (oligonucleotídeos iniciadores demonstrados
na Tabela 3.8.1). A escolha desta enzima é explicada pela disponibilidade do sítio
de restrição no vetor e possibilidade de retirar o MCS juntamente com a seqüência
para 6 histidinas. Após digestão com EcoRI (conforme o item 3.10), foi realizada
ligação através da T4 DNA ligase (conforme o item 3.11) originando-se o clone
pNUS-T7N (Figura 3.15.1). O clone com a orientação correta foi identificado após
digestão com endonucleases de restrição. Tais digestões deveriam produzir
fragmentos de tamanhos diferentes conforme a orientação do clone.
Figura 3.15.1: Desenho esquemático do clone pNUS-T7N. Em A, vetor pNUS-HcN original. Em B,
clone pNUS-T7N, originado pela substituição do MCS e poli-histidina pela T7RNP em pNUS-HcN.
PGK = fosfoglicerato quinase, GspS = glutationilespermidine sintetase, T7RNP = RNA Polimerase do
bacteriófago T7 (figura A adaptada de TETAUD et al., 2002).
Com a finalidade de regular a expressão pela T7RNP, foram desenhados
oligonucleotídeos que, ao serem hibridizados, formariam um adaptador (62 pares de
bases) contendo as seqüências do PT7 e 3 repetições de TetO. As extremidades do
adaptador foram desenhadas a fim de serem coesivas para HindIII, no entanto, ao
ser clonado em pNUS-HcH, não formaria sítios para esta, pois foi realizada uma
alteração nucleotídica na região de dupla fita do adaptador. Isto permitiu a seleção,
51
buscando-se os clones resistentes à digestão com HindIII. A hibridização do
adaptador foi feita misturando-se as fitas senso e anti-senso em uma solução de
NaCl 10 mM. A seguir, esta mistura foi colocada a 95 °C por 10 min em banho seco,
seguida por um lento decréscimo da temperatura. A hibridização foi confirmada por
eletroforese de DNA fazendo-se comparação com a mistura das fitas de DNA sem
tratamento por temperatura.
O adaptador foi clonado no sítio HindIII do vetor pNUS-HcH, originando o
vetor pNUS-PT7H. Em seguida, foi clonado neste mesmo vetor o cassete Gateway®
RfA (1.711 pares de bases), o qual encontrava-se clonado no vetor pCR-Blunt
(Invitrogen). Para isso, incorporou-se ao RfA os sítios de restrição para clonagem em
NdeI e KpnI, tomando-se o cuidado de verificar a fase de leitura. Estes sítios de
clonagem, presentes no vetor, foram escolhidos pelo fato das respectivas enzimas
não clivarem nenhum dos elementos. Esta clonagem deu origem ao vetor pNUS-
PT7-RfAH (Figura 3.15.2). A etiqueta C-terminal de histidinas, presente
originalmente no vetor, foi mantida para que ocorresse a fusão do gene clonado com
a etiqueta de histidinas.
Figura 3.15.2: Desenho esquemático do vetor pNUS-PT7-RfAH. Em A, vetor pNUS-HcH original.
Em B, vetor pNUS-PT7-RfAH, originado após a clonagem do PT7, TetO e RfA em pNUS-HcH. PGK =
fosfoglicerato quinase, GspS = glutationilespermidine sintetase (figura A adaptada de TETAUD et al.,
2002).
52
3.16 Construção dos Vetores para Transfecção em Trypanosoma
cruzi
A construção dos vetores para Trypanosoma cruzi foi fundamentada na
estratégia de obtenção de vetores com as seguintes aplicabilidades: possibilidade de
super expressão gênica e purificação dos produtos, regulação induzível da
expressão gênica, localização celular de proteínas e identificação de interações
protéicas. Para isso, foram construídos dois sistemas, cuja principal diferença está
no tipo de promotor utilizado. A escolha dos plasmídeos a serem utilizados como
base foi feita com o auxílio do programa MapDraw (DNASTAR). Foram analisados
os sítios de restrição presentes nos plasmídeos pBluescript II KS(-), pGem 4z e
pUC18. Através desta análise, verificaram-se quais endonucleases de restrição
poderiam ser utilizadas, pois não clivariam os cassetes que fariam parte dos vetores.
Pelo fato de disporem de sítios de restrição adequados paras as clonagens
pretendidas, fez-se a opção pela utilização de pBluescript II KS(-) (pBS) e pUC18
(pUC).
A fim de se obter os elementos necessários para os vetores, como resistência
a antibióticos, regiões intergênicas e promotores, foram desenhados 3 cassetes
contendo genes sintéticos (Figura 3.16.3). O cassete do gene sintético de
resistência à neomicina (GSNEO) possui 1.381 pares de bases e é constituído pelo
gene sintético da neomicina fosfotransferase, flanqueado pelas regiões intergênicas
35.1 (SWINDLE et al. 1988), e acrescido de um terminador T7 na extremidade 3’.
Estas intergênicas, devido ao tamanho relativamente pequeno (278 pb) são
convenientes para a utilização em vetores. Os cassetes sintéticos contendo os
promotores T7 (GSPT7) e ribossomal 18S de T. cruzi Dm28c (GSPDm28c) possuem
384 e 940 pb, respectivamente. Além do promotor, possuem também uma região
intergênica 35.1 e uma etiqueta que codifica 6 histidinas. No cassete GSPT7, logo
após o promotor, foram incluídas 3 cópias do operador de tetraciclina (TetO).
O desenho destes cassetes e dos iniciadores empregados nestas
construções foi analisado, a fim de manter a fase de leitura correta, permitindo a
funcionalidade dos vetores. Os cassetes foram encomendados para a empresa
GenScript, que os sintetizou e clonou no plasmídeo pUC57.
53
Para a construção do vetor com expressão regulada, o plasmídeo pUC18 foi
definido como base. Sendo assim, este plasmídeo carregaria o promotor e o
terminador T7, pois não possui este promotor originalmente, como é o caso de
pBluescript II KS(-).
O cassete GSNEO foi utilizado para as duas construções, por isso possui 4
sítios de restrição, 2 para utilização em pBluescript II KS(-) (ApaI e SpeI) e 2 para
pUC18 (KpnI e SacI). A digestão de GSNEO com ApaI, ao contrário de SacI, exclui o
terminador T7 do cassete. O emprego de sítios de restrição distintos, KpnI e SpeI, na
extremidade 5’ do cassete foi justificado pela presença ou não destes sítios nos
plasmídeos base.
O desenho dos vetores foi realizado objetivando plasticidade na troca dos
elementos, como a resistência a antibióticos, as regiões intergênicas, a etiqueta a
ser fusionada e o promotor, todos estes podendo ser prontamente substituídos.
A primeira clonagem, realizada para os dois vetores, foi a do cassete sintético
GSNEO. Neste processo de clonagem foram utilizadas as ERs SpeI e ApaI ou KpnI
e SacI, originando os vetores pBS-GSNEO e pUC-GSNEO, respectivamente. A
segunda clonagem, também realizada para os dois vetores, foi a do cassete RfA,
originalmente clonado em pCRBlunt (Invitrogen). O RfA foi amplificado por PCR, em
2 reações distintas, cada uma incorporando os sítios de restrição XbaI e SpeI ou
XbaI e KpnI (iniciadores demonstrados na Tabela 3.8.1). Nesta etapa de clonagem,
após digestão com XbaI e SpeI ou XbaI e KpnI, foram originados os vetores pBS-
RfA-GSNEO e pUC-RfA-GSNEO, respectivamente.
A clonagem das seqüências contendo os promotores foi realizada a partir dos
cassetes GSPDm28c e GSPT7. Nestas clonagens foram utilizadas as ERs SacI e
XbaI ou HindIII e XbaI, originando, respectivamente, os vetores pBS-GSPDm28c-
RfA-GSNEO, identificado como pTcPR-HisN (Figura 3.16.1), e pUC-GSPT7-RfA-
GSNEO, identificado como pTcPT7-HisN (Figura 3.16.2).
54
Figura 3.16.1: Desenho esquemático do vetor pTcPR-HisN. Em A, vetor pBluescript II KS(-). Em B,
vetor pTcPR-HisN. 35.1 = regiões intergênicas. (Figura A, manual de instruções pBluescript II –
Stratagene).
Somente no caso do vetor pTcPR-HisN, a etiqueta N-terminal de histidinas foi
substituída pelas regiões codificadoras de GFP (Green Fluorescent Protein), CFP
(Cyan Fluorescent Protein), YFP (Yellow Fluorescent Protein), TAP tag (tandem
affinity purification) e c-myc, originalmente clonados, exceto o último, em pEGFP-3,
pDH3, pDH5 e pW9, respectivamente. A região codificadora destas etiquetas, exceto
c-myc, foram amplificadas por PCR, recebendo sítios para SphI e XbaI (iniciadores
especificados na Tabela 3.8.1). Após digestão com estas enzimas, foi realizada a
clonagem destes segmentos de DNA no vetor pTcPR-HisN, fazendo-se assim a
substituição da seqüência N-terminal de 6 histidinas. Estas clonagens deram origem
aos vetores pTcPR-GFPN, pTcPR-CFPN, pTcPR-YFPN e pTcPR-TAPN.
Figura 3.16.2: Desenho esquemático do vetor pTcPT7-HisN. Em A, vetor pUC18. Em B, vetor
pTcPT-HisN. 35.1 = regiões intergênicas. (Figura A, www.invitrogen.com).
55
Figura 3.16.3: Seqüência nucleotídica dos adaptadores e cassetes sintéticos utilizados. A -
Adaptador contendo o promotor T7 (vermelho) e 3 repetições do operador de tetraciclina (negrito), as
mutações nos sítios para HindIII (caixa baixa) estão indicadas em verde. B - Adaptador contendo a
seqüência para o epítopo c-myc e as extremidades coesivas para SphI e XbaI (caixa baixa), 5’ e 3’,
respectivamente. C - Cassete GSNEO contendo as regiões intergênicas 35.1 (azul) flanqueando a
resistência à neomicina (vermelho) e o terminador T7 (verde). De 5’ para 3’ estão representados os
sítios para KpnI, SpeI (amarelo), XhoI, XhoI, ApaI e SacI (todos em caixa baixa). D - Cassete GSPT7
contendo promotor T7 (vermelho), 3 repetições do operador de tetraciclina (negrito), a região
intergênica 35.1 (azul), a seqüência para 6 histidinas e os sítios para HindIII, SphI e XbaI (caixa
baixa), representados de 5’ para 3’. E - Cassete GSPDm28c contendo o promotor ribossomal 18S da
cepa Dm28c de T. cruzi, a região intergênica 35.1 (azul) e a seqüência para 6 histidinas. De 5’ para 3’
estão representados os sítios para SacI, EcoRV, SphI e XbaI (caixa baixa). Em D e E, o primeiro ATG
após o sítio para trans-splicing está representado em verde.
O epítopo c-myc foi sintetizado como oligonucleotídeos simples fita, as quais
foram transformadas em dupla fita por hibridização, apresentando extremidades
56
coesivas compatíveis com SphI e XbaI (Figura 3.16.3). A hibridização foi realizada a
partir de 1,28 µg da fita sense mais 1,5 µg da fita anti-sense, através do protocolo
descrito no item 3.15. Diferentemente das outras etiquetas, a clonagem do epítopo c-
myc foi realizada a partir do vetor pTcPR-YFPN, substituindo-se a etiqueta YFP e
gerando o vetor pTcPR-mycN.
3.17 Determinação das Dosagens de Higromicina e G418 Utilizados
na Seleção dos Transfectantes
Foram realizadas curvas de crescimento dos parasitas utilizando-se diferentes
concentrações de antibiótico. Neste experimento foram utilizadas culturas em fase
exponencial de crescimento, iniciando-se com 1 x 10
6
células por ml, em um volume
de cultura entre 10 e 15 ml. As concentrações de G418 utilizadas para Crithidia
fasciculata foram 10, 50, 250 e 1.250 µg/ml e para Trypanosoma cruzi foram 250,
500 e 1.000 µg/ml. No caso da avaliação com higromicina foram utilizadas as
seguintes concentrações: 50, 150 e 300 µg/ml, para Crithidia fasciculata e 250, 500
e 750 µg/ml, para Trypanosoma cruzi. Para as 4 avaliações realizadas foram feitos
controles, através de culturas sem a adição de antibiótico. As contagens foram
realizadas a cada 24 horas, num período que variou entre 47 e 144 horas.
3.18 Transfecção dos Parasitas
Foram utilizadas culturas de C. fasciculata e T. cruzi, cultivadas em meio LIT
B acrescido de penicilina, em fase logarítmica de crescimento. Destas culturas foram
utilizadas 4 x 10
7
células para cada transfecção, as quais foram centrifugadas por 5
min a 6.000 rpm. O sedimento formado foi lavado com PBS estéril, novamente
centrifugado por 5 min a 6.000 rpm e ressuspenso com solução de eletroporação
(0,4 ml para cada 4 x 10
7
células). Foram transferidos 0,4 ml desta suspensão de
células para cubeta de eletroporação de 0,2 cm pré-resfriada e em seguida foram
adicionados de 40 a 150 µg de DNA.
Para cada tipo de antibiótico utilizado, por exemplo, G418 ou higromicina, fez-
se um controle, ao qual não foi adicionado DNA. Após 10 minutos no gelo, estas
cubetas foram submetidas à eletroporação com 2 pulsos de 450 V e 500 µF,
57
incubadas novamente por 5 a 10 minutos no gelo. Em seguida, as células foram
transferidas para garrafas de cultura de 25 cm
2
contendo 10 ml de meio LIT B
acrescido de penicilina e incubadas a 28 °C.
Baseado nos dados dos experimentos descritos no item 3.17, após 24 horas
de incubação adicionou-se antibiótico às culturas nas seguintes concentrações
iniciais: G418 – 100 µg/ml para C. fasciculata e 250 µg/ml para T. cruzi, higromicina
– 100 µg/ml para C. fasciculata e 250 µg/ml para T. cruzi. Após 72 horas de
incubação, a concentração de G418 foi aumentada para 500 µg/ml, para T. cruzi e
285 µg/ml, para C. fasciculata; da mesma forma higromicina foi aumentada para 500
µg/ml, para T. cruzi e 150 µg/ml, para C. fasciculata. Num intervalo entre 10 e 20
dias foram selecionadas células resistentes. Foi realizado acompanhamento das
culturas contando-se o número de células através de câmara de Neubauer, num
intervalo aproximado de 5 dias, fazendo-se diluições destas culturas a fim de se
manter a concentração celular em torno de 1 x 10
6
células/ml.
3.19 Detecção do Vetor pNUS-T7N em Crithidia fasciculata
Após seleção dos transfectantes de C. fasciculata, contendo o vetor pNUS-
T7N, realizou-se procedimento para recuperação deste vetor. A partir de 10 ml de
cultura em fase exponencial de crescimento, realizou-se lise alcalina através de kit
comercial da Qiagen, segundo protocolo do fabricante. A solução de DNA obtida foi
concentrada através de precipitação com etanol, seguindo protocolo descrito no item
3.10. Foram transformados 2 µl deste DNA em E. coli XL1-Blue eletrocompetente
para recuperação do vetor. Através das colônias obtidas, fez-se a seleção do clone
por palitagem. Para confirmação, o clone isolado foi digerido com EcoRI e submetido
à PCR para amplificação da T7RNApol, conforme os itens 3.10 e 3.9,
respectivamente.
3.20 Procedimento para Obtenção de População Clonal em
Crithidia fasciculata Transfectante
Foi cultivado C. fasciculata em meio sólido para isolamento de uma população
clonal. O meio teve a seguinte composição: agarose de baixo ponto de fusão 0,65%
58
(peso/vol.) em LIT B, HEPES 0,5% (peso/vol.), glutamato de sódio 2 mM, piruvato de
sódio 2 mM e G418 250 µg/ml. Foram plaqueadas 5 x 10
6
células num volume de
500 µl. Das colônias obtidas, 5 foram analisadas por PCR de colônia com iniciadores
para T7RNApol (iniciadores especificados na Tabela 3.8.1) e ao mesmo tempo
foram inoculadas e cultivadas a 28 °C em 2 ml de LIT B. Após análise, prosseguiu-
se o cultivo da cultura selecionada mantendo-se a concentração de G418. Com esta
cultura foram realizados ensaios de Southern e northern blot.
3.21 Visualização das Proteínas Fluorescentes e
Imunofluorescência
As células de T. cruzi transfectadas com os vetores pTcPR-GFPN(A1),
pTcPR-GFPN(C1), pTcPR-GFPN(C4), pTcPR-CFPN(A1), pTcPR-CFPN(C1),
pTcPR-CFPN(C4), pTcPR-YFPN(A1), pTcPR-YFPN(C1) e pTcPR-YFPN(C4) foram
visualizadas ao microscópio de fluorescência após o seguinte procedimento: fez-se o
preparo das lamínulas adicionando-se 10 a 20 µl de poli-L-lisina e deixando-se a 37
°C por 20 min, em seguida lavou-se as lamínulas com H
2
O e deixou-se secar a 37
°C. Um volume de cultura contendo 5 x 10
6
células em fase logarítmica de
crescimento foi centrifugado por 1 min a 6.000 rpm e lavado 2 vezes com PBS 1x
nas mesmas condições de centrifugação. O sedimento de células lavadas foi
ressuspenso em 50 µl de PBS 1x e 10 µl destes foram adicionados às lamínulas e
incubados por 2 a 3 min e, em seguida, fez-se a lavagem deixando-se escorrer PBS
1x pelas lamínulas. Estas lamínulas foram colocadas sobre lâminas de vidro, de
maneira que as células ficassem entre elas, seladas com esmalte e visualizadas ao
microscópio de fluorescência Nikon Eclipse E 600.
Para a realização da imunofluorescência, utilizou-se lâmina contendo 10
poços, a qual recebeu o mesmo tratamento descrito acima para lamínula. As células
foram processadas como descrito acima e da suspensão de células lavadas foram
adicionados 20 µl por poço (2 x 10
6
células) e, a seguir, a lâmina foi deixada a
temperatura ambiente por 30 min em câmara úmida. Nos últimos 10 min da
incubação foram adicionados 20 µl de paraformaldeído 4%, logo após, a lâmina foi
lavada com PBS 1x e a cada poço acrescentou-se 50 µl de cloreto de amônio 50
mM por 10 min e, em seguida, lavou-se com PBS 1x. A permeabilização das células
59
foi feita com Triton X-100 0,1% por 2 min, então, lavou-se a lâmina com PBS 1x e
fez-se o bloqueio durante a noite a 4 °C com 50 µl de PBS 1x contendo soro de
cabra 25%, em câmara úmida. Após o tratamento da lâmina com cada reagente, fez-
se a verificação das células ao microscópio de contraste de fase.
No dia seguinte, fez-se a incubação por 1 hora a 37 °C com 20 µl do anticorpo
primário anti-c-myc (40 µg/ml, diluído em PBS 1x contendo soro de cabra 25%),
lavou-se 3 vezes por 5 min com PBS 1x, a seguir, a partir deste ponto protegendo-se
da luz, incubou-se por 1 hora a 37 °C com 20 µl do anticorpo secundário anti-
camundongo conjugado com Alexa Fluor 488 (5 µg/ml diluído em PBS 1x contendo
soro de cabra 25 %). Logo após, retirou-se o excesso e incubou-se por 10 min com
20 µl de DAPI (4,6-diamidino-2-phenylindole), na concentração de 1 µg/ml diluído
com PBS 1x contendo soro de cabra 25%. As lavagens finais foram realizadas com
PBS 1x por 5 min, repetindo-se 6 vezes. A lâmina foi seca, então, adicionou-se 1
gota de N-propil-galato a cada poço e cobriu-se com lamínula. Utilizou-se esmalte
para selar e em seguida a lâmina foi visualizada ao microscópio de fluorescência
Nikon Eclipse E 600.
Os tempos de exposição para captura das imagens utilizando fluorescência
variou entre 1,2 s e 4,2 s, enquanto que para campo claro a exposição foi de 0,2 s.
3.22 Preparação dos Extratos Protéicos em Tampão Desnaturante
Neste procedimento foram utilizadas culturas de C. fasciculata e T. cruzi em
fase logarítmica de crescimento. Os extratos foram preparados a partir de 5 ml das
culturas, cuja concentração celular foi previamente avaliada, centrifugados 3 min a
6.000 rpm e lavados 2 vezes com PBS 1x nas mesmas condições de centrifugação.
Ao sedimento celular obtido foi adicionado tampão de amostra para SDS-PAGE até
o volume de 100 µl (culturas com menor densidade celular) ou 250 µl (culturas com
maior densidade celular).
As amostras foram, então, submetidas à agitação em vortex, incubadas a 99
°C em banho seco por 5 min, incubadas em gelo por 2 min, submetidas novamente
à agitação, centrifugadas 2 min a 13.200 rpm e o sobrenadante transferido para
outro tubo. Os extratos foram armazenados a -20 °C até a utilização. Desta forma
foram obtidos extratos com diferentes concentrações (número de células por µl). Tal
60
característica foi levada em consideração para o cálculo do volume a ser aplicado no
gel de poliacrilamida, normalizando assim os extratos, através do número de células.
3.23 Ensaios de Western Blot
Os ensaios de western blot foram realizados a partir de SDS-PAGE com
concentrações de acrilamida que variaram de 13 a 15 %. Os géis foram carregados
com extratos protéicos equivalentes a 1 x 10
7
células. A transferência das proteínas
do gel para a membrana de nitrocelulose foi realizada em sistema Hoefer durante 2
horas a 50 V, envolvendo-se a cuba em gelo ou durante a noite a 20 V a 4 °C. Em
seguida fez-se o bloqueio da membrana com PBS 1x, tween 20 0,1%, leite em pó
5% por 1 hora e, então, lavou-se a membrana por imersão e agitação com PBS 1x e
tween 20 0,1% por 5 minutos. A seguir, incubou-se com anticorpo primário diluído
com PBS 1x e tween 20 0,1% nas seguintes titulações: monoclonal anti-histidina 1,4
a 2,8 µg/ml, anti-A1 1:400, anti-C1 1:250, anti-C4 1:300, monoclonal anti-c-myc 10
µg/ml ou monoclonal anti-GFP 10 µg/ml. Esta incubação foi de 1 hora a 37 °C com
agitação de 100 rpm e, então, lavou-se com PBS 1x e tween 20 0,1 % por 5 minutos
3 vezes. Logo após, fez-se a incubação por 1 hora agitando-se a 100 rpm com
anticorpo secundário anti-camundongo conjugado à fosfatase alcalina e diluído
1:10.000 com PBS 1x e tween 20 0,1%. A lavagem final da membrana foi com PBS
1x e tween 20 0,1% por 5 min repetido 3 vezes. A revelação foi realizada em solução
contendo 33 µl de BCIP (Bromo-Chloro-Indolyl Phosphate), 66 µl de NBT (NitroBlue
Tetrazolium) e 10 ml de tampão para fosfatase alcalina.
3.24 Ensaios de Southern Blot
As extrações de DNA foram realizadas a partir de C. fasciculata, transfectado
com pNUS-T7N; T. cruzi, transfectado com pTcPR-HisN(A1) e de culturas não
transfectadas destes parasitas.
Foram utilizados 5 x 10
8
parasitas, no caso de C. fasciculata e 1 x 10
9
parasitas, no caso de T. cruzi. As extrações foram feitas segundo MEDINA-ACOSTA
& CROSS (1993), com as seguintes alterações: fez-se a centrifugação das culturas
por 10 min a 5.000 g a 4 °C e ao sedimento de célul as adicionaram-se 1,5 ml de
61
solução TELT. A seguir, cada extração foi dividida em 3 tubos de 1,5 ml e procedeu-
se a purificação com 500 µl (mesmo volume a ser purificado) de
fenol/clorofórmio/álcool isoamílico. A mistura foi homogeneizada e centrifugada por 5
min a 13.000 g, então, coletou-se a fase superior, a qual foi submetida ao processo
de purificação mais 2 vezes, alterando-se o volume de fenol/clorofórmio/álcool
isoamílico adicionado, de acordo com o volume da fase coletada. A precipitação do
material foi realizada com 2 volumes de etanol 100%, incubação durante a noite a 4
°C, centrifugação por 10 min a 16.100 g, seguida de 4 lavagens por 5 min na mesma
rotação com 1 ml de etanol 70%. Logo após, o sedimento foi seco à temperatura
ambiente ou a 50 °C por 10 min e ressuspenso em 100 a 200 µl de tampão TE pH
8,0. Após a solubilização do material, adicionou-se 10 µg de RNase A e incubou-se
em banho-maria a 37 °C por 1 hora.
A partir de 5 µg do DNA extraído dos parasitas transfectados e não
transfectados, foi realizada digestão durante a noite com 45 U da endonuclease de
restrição SalI (para DNA de C. fasciculata) e 15 U de PstI (para DNA de T. cruzi),
num volume final de 50 µl. Para C. fasciculata, foram utilizadas como controle
amostras de DNA extraídas do parasita não-transfectado (5 µg), misturadas ao vetor
pNUS-T7N (100 ng), digeridas e não digeridas com SalI, além de amostras formadas
apenas pelo vetor pNUS-T7N não digerido (10 ng) e digerido (100 ng). O controle
utilizado no ensaio com T. cruzi foi o vetor pTcPR-HisN(A1) digerido e não digerido
(aproximadamente 500 ng).
As amostras de DNA extraídas de C. fasciculata e T. cruzi, digeridas e não
digeridas, mais os controles citados acima, foram misturadas com tampão de
amostra para DNA, na proporção de 5:1, e submetidas à eletroforese em gel de
agarose 0,8%. A corrida foi de aproximadamente 3 horas a 100 V. Em seguida, o gel
foi corado com brometo de etídio e exposto à luz UV para visualização e captura das
imagens. No momento da captura das imagens, utilizou-se uma régua excitável por
luz UV, colocada ao lado do gel para correlacionar o marcador de peso molecular do
gel com as bandas obtidas nos filmes, ao final do processo.
Após a eletroforese, o gel de DNA foi tratado com HCl 0,25 M por 15 min,
NaOH 0,5 M / NaCl 1,5 M por 30 min com 2 repetições e tris-HCl 0,5 M pH 7.5/NaCl
1,5 M por 30 min. A transferência do DNA para as membranas de náilon (Hybond-
Amershan) foi realizada durante a noite por capilaridade com tampão SSC 20X
(cloreto de sódio/citrato de sódio). Após a transferência, o DNA foi fixado nas
62
membranas com luz ultravioleta (302 nm) e, em seguida, foi realizada pré-
hibridização por 1 hora a 65 °C com solução de hibr idização.
As sondas para a hibridização foram preparadas por PCR e marcadas
radioativamente pela técnica de nick translation (nick translation system-Invitrogen).
Estas reações continham 100 ng de DNA, 2,5 U DNA Polimerase I, 2 mU DNase I,
dNTPs exceto dCTP 0,1 mM cada, 20 a 80 µCi de αdCTP
32
P e H
2
O para completar
50 µl. Em seguida, incubou-se a 16 °C por 1 hora em banho seco e fez-se a
purificação centrifugando-se por 2 min a 2.000 g em colunas G-50 (Invitrogen). A
seguir, as amostras foram incubadas a 99 °C por 5 m in e deixadas no gelo por mais
5 min, estando assim prontas para hibridização. Foram utilizados como sondas os
genes de resistência à neomicina e de T7 RNA Polimerase (C. fasciculata) e os
genes de resistência à neomicina e A1 (T. cruzi). A hibridização com as sondas foi
realizada durante a noite nas mesmas condições da pré-hibridização.
Após a hibridização, as membranas foram lavadas 6 vezes por 15 min na
mesma temperatura de hibridização com SSC e SDS 0,1%, decrescendo-se a
concentração de SSC a cada 2 lavagens (2x, 1x, 0,1x). A exposição foi feita em filme
Kodak durante 1 hora a temperatura ambiente, para as amostras de C. fasciculata, e
durante até 5 dias em gelo seco, para as amostras de T. cruzi. A revelação foi obtida
na ausência de luz, incubando-se os filmes por 2 min em solução de revelação, por 2
min em H
2
O e por 2 min em solução de fixação.
3.25 Ensaios de Northern Blot
As extrações de RNA foram realizadas a partir de C. fasciculata, transfectado
com pNUS-T7N, e de uma cultura não transfectada deste parasita. Foram utilizados
1 x 10
7
parasitas e as extrações foram realizadas através do kit comercial RNeasy
(Qiagen), que utiliza colunas de sílica para purificação, segundo protocolo do
fabricante.
A eletroforese do RNA (5 a 10 µg) foi realizada em gel de agarose
desnaturante 0,75%. Todo o material utilizado na eletroforese foi previamente
tratado com etanol 70% e H
2
O 18,2 MΩ.cm. Antes de serem aplicadas no gel, as
amostras foram misturadas com tampão de amostra de RNA na proporção de 1:2,
incubadas a 65 °C por 5 min e resfriadas em gelo. O gel foi corado e visualizado da
63
mesma maneira descrita no item 3.24. Após ser fotografado, o gel foi submetido à
transferência do RNA para uma membrana de náilon durante a noite com solução de
SSC 10x. O RNA foi fixado da mesma maneira que o DNA (item 3.24).
As sondas utilizadas foram as mesmas descritas para C. fasciculata nos
ensaios de Southern blot. A pré-hibridização foi a 42 °C por 1 hora e a hibridização
ocorreu durante a noite, na mesma temperatura. As lavagens foram idênticas às
realizadas nos ensaios de Southern blot. A exposição ocorreu durante 24 horas em
gelo seco e a revelação procedeu da mesma forma que no item 3.24.
3.26 Obtenção de Extrato Citoplasmático e Purificação Protéica em
Resina de Cobalto
Para obtenção de extrato citoplasmático, foram utilizadas células de T. cruzi
transfectadas com pTcPR-HisN(A1) em fase logarítmica de crescimento. 6 x 10
9
células foram centrifugadas a 6.500 g a 4 °C por 5 min e lavadas 3 vezes com PBS
1x nas mesmas condições de centrifugação. O sedimento celular obtido foi
ressuspenso em 3 ml de tampão TMK, RNase, inibidores de proteases e imidazol. A
lise celular foi realizada adicionando-se lentamente a esta suspensão 330 µl de
tampão TMK para lise celular 10x, mantendo-se os tubos de reação em gelo. Esta
mistura foi brevemente agitada e submetida à centrifugação durante 10 min a 4 °C
na velocidade de 16.000 rpm. Então, o sobrenadante foi transferido para outro tubo
e a centrifugação foi repetida.
Para purificação do extrato citoplasmático, utilizaram-se 100 a 400 µl de
resina de cobalto (TALON-Clontech), equilibrada com tampão TMK, RNase,
inibidores de proteases e imidazol (concentrações descritas no item 3.4). O extrato
foi incubado com a resina em tubo de 1,5 ml ou coluna de purificação durante 2
horas a 4 °C com leve agitação e, logo após, fez-se a coleta do sobrenadante
(fração não ligante). A seguir, lavou-se a resina 2 a 4 vezes com 50 a 500 µl da
solução utilizada para equilibrá-la, contendo 20 mM de imidazol. Então, fez-se 2 a 4
eluições com 50 µl desta mesma solução contendo 300 mM de imidazol. As coletas
das frações não ligantes, lavagens e eluídos foram realizadas ou por centrifugação a
700 g por 30 segundos ou pela coluna de purificação, dependendo da quantidade de
resina utilizada. As frações obtidas foram submetidas a SDS-PAGE e western blot.
64
3.27 Obtenção de Extrato Protéico e Purificação de Complexos por
TAP tag
Na obtenção de extrato protéico foram utilizados 50 ml de cultura de parasitas
(aproximadamente 2 x 10
9
células). As células foram coletadas por centrifugação e
lavadas 2 vezes com PBS 1x. O precipitado de células foi ressuspenso em 10 ml de
tampão de lise, brevemente agitado em vortex e submetido a 2 ciclos de
congelamento e descongelamento rápidos (incubação em gelo seco com etanol por
30 segundos, seguido de incubação em banho-maria a 37 ºC por 10 segundos).
Após a lise, o extrato foi clareado por centrifugação a 10.000 g durante 20 min e o
sobrenadante, contendo complexos protéicos, foi recuperado.
A primeira etapa de purificação envolve a ligação da etiqueta de proteína A a
uma coluna de esferas de IgG (IgG Sepharose, Amersham), através da incubação
de 10 ml do extrato total de proteínas do parasita com 150 µL de esferas,
previamente lavadas com 10 ml de tampão de ligação IgG. A ligação ocorreu por 3
horas a 4 ºC e com leve agitação. Posteriormente, a coluna foi lavada com 30 ml de
tampão de ligação IgG para remoção de contaminantes e 10 ml de tampão TEV para
equilíbrio pré-digestão. A digestão do sítio TEV foi feita incubando-se as esferas de
Sepharose IgG com 1 ml de tampão TEV e 100 unidades da enzima TEV
(Invitrogen). O tubo foi mantido sob leve agitação por 16 horas a 4 ºC. Todo o eluído
resultante da digestão foi transferido para a coluna de calmodulina.
A segunda etapa de purificação envolve a ligação da etiqueta de proteína de
ligação à calmodulina a uma coluna de calmodulina, por incubação de 1 ml do
produto da digestão por TEV com 150 µL de esferas de calmodulina (Calmoduline
Sepharose) e 3 µL de CaCl
2
1 M. As esferas da coluna foram previamente lavadas
com tampão de ligação C, sem β-mercaptoetanol. A ligação foi conduzida por 2
horas a 4 ºC e com leve agitação. Os contaminantes foram lavados da coluna com
30 ml de tampão de ligação C. Então, o complexo foi eluído da coluna de
calmodulina com 800 µL de tampão de eluição C.
As proteínas do eluído foram precipitadas com 10 % de TCA por 1 hora no
gelo e centrifugação a 10.000 g por 15 min. O precipitado foi lavado 2 vezes com
acetona 100% e uma vez com acetona 80% e ressuspenso em 20
µL de tampão de
amostra para SDS-PAGE. Todas as proteínas recuperadas foram separadas por
65
SDS-PAGE e visualizadas por coloração com prata baseada no método de BLUM et
al., 1987.
66
4 RESULTADOS
4.1 Construção e Caracterização dos Vetores pNUS-T7N e pNUS-
PT7-RfAH
4.1.1 Processos de Clonagem
No processo de construção do vetor pNUS-T7N, a seleção dos clones foi
realizada comparando-se o tamanho do vetor sem inserto com os possíveis clones,
que deveriam possuir um tamanho maior, por possuírem o inserto. Através de
palitagem e eletroforese de DNA, foi possível identificar 4 clones. Dentre estes
clones, foi necessário identificar qual possuía a orientação correta da T7RNP, isto foi
verificado por digestão das mini-preparações dos clones. Fazendo-se a digestão
com XbaI e KpnI ou XbaI e NdeI, no caso da orientação estar correta, seriam
liberados fragmentos de aproximadamente 700 pb. Apenas o clone 69 apresentou a
orientação correta (Figura 4.1.1.1). Uma alíquota da cultura contendo este clone foi
estocada em glicerol a -70 °C.
A construção do vetor pNUS-PT7-RfAH foi iniciada com a clonagem em
pNUS-HcH do adaptador PT7, seguida pela clonagem do cassete RfA. Os clones
foram selecionados por PCR de colônia, no caso da primeira clonagem, ou por
palitagem, no caso da segunda clonagem. A seleção dos clones contendo RfA foi
facilitada através da utilização de 2 antibióticos, um para o vetor (ampicilina 100
µg/ml) e outro para o inserto (cloranfenicol 34 µg/ml). Durante a seleção dos clones
contendo RfA, foram visualizados 6 possíveis clones, comparando-se com o
tamanho do controle (vetor sem inserto). Dentre estes, os clones 5 e 11 foram
submetidos à digestão para confirmação da clonagem. Digerindo-se os clones
somente com NdeI, observou-se, somente para o clone 5, um tamanho
correspondente ao vetor pNUS-PT7-RfAH linearizado (aproximadamente 8
kilobases-kb). A digestão com NdeI e KpnI gerou bandas de aproximadamente 1,7
kb, compatíveis com o tamanho do RfA, para os dois clones digeridos. No entanto,
foram visualizadas 3 bandas para o clone 11 (Figura 4.1.1.2). Estes resultados
confirmam previamente a clonagem do RfA somente para o clone 5, pois o clone 11,
67
apesar de apresentar uma banda correspondente ao tamanho do inserto, não
demonstrou tamanho compatível com o esperado para o vetor, além de possuir
provavelmente mais de um sítio para KpnI, o que explica o aparecimento de 3
bandas, quando digerido com as duas enzimas. Este evento pode ter sido gerado
durante o processo de clonagem do RfA.
Figura 4.1.1.1: Seleção dos clones e avaliação da orientação do gene da T7 RNA Polimerase. A
- Seleção dos clones por palitagem visualizada através de eletroforese em gel de agarose 0,8%.
Canaletas C = controle (vetor sem inserto), 6 e 16 = clones a serem confirmados, demais canaletas
sem numeração = plasmídeos não compatíveis com o tamanho esperado para o clone. Os clones 42
e 69 não estão demonstrados. B - Avaliação da orientação do gene da T7 RNA Polimerase através
de eletroforese dos produtos de digestão dos clones em gel de agarose 0,8%. Canaletas 1 = 1 kb
Plus (Invitrogen), 2 e 3 = clone 6, 4 e 5 = clone 16, 6 e 7 = clone 42, 8 e 9 = clone 69. As canaletas
identificadas com numeração ímpar correspondem às digestões com XbaI e NdeI e as identificadas
com numeração par correspondem às digestões com XbaI e KpnI. As setas indicam os fragmentos
liberados a partir do clone 69, que confirmam a orientação desejada.
Figura 4.1.1.2: Seleção e confirmação dos clones contendo RfA. A – Seleção dos clones por
palitagem visualizada em gel de agarose 0,8%. Canaletas 1-4 e 6 = plasmídeos não compatíveis com
o tamanho esperado para o clone, 5 e 7-11 = clones a serem confirmados, C = controle (vetor sem
inserto). B – Visualização em gel de agarose 0,8% da digestão dos clones 5 e 11 com NdeI e/ou
KpnI. Canaletas 1 = 1 kb Plus (Invitrogen), 2 = clone 5, 3 = clone 5 com NdeI, 4 = clone 5 com NdeI e
KpnI, 5 = clone 11, 6 = clone 11 com NdeI, 7 = clone 11 com NdeI e KpnI. A canaleta 6 apresenta
mais de uma banda, indicando possível digestão incompleta do clone 11.
68
4.1.2 Seqüenciamento do DNA
Foram seqüenciadas as regiões correspondentes aos insertos clonados,
incluindo as inserções entre vetor e inserto. No caso do clone pNUS-T7N, o
seqüenciamento cobriu aproximadamente 75% da seqüência do gene da T7 RNA
Polimerase. Foram verificadas duas mutações, das quais apenas uma causou
alteração do aminoácido. Uma glutamina, na posição 143, foi alterada para arginina.
A origem desta mutação não foi analisada, podendo estar presente no DNA molde
usado na amplificação da T7 RNA Polimerase, ou ter sido gerada nos processos
durante a clonagem. Para avaliar estas possibilidades, são necessários outros
seqüenciamentos. Apesar da cobertura parcial do sequenciamento, as regiões de
inserção do gene com o vetor não apresentaram alterações de seqüência.
O vetor pNUS-PT7-RfAH teve toda a região do promotor T7 e operador de
tetraciclina seqüenciada. O cassete RfA teve uma cobertura de seqüenciamento de
aproximadamente 10%, compreendendo as regiões próximas às suas extremidades.
A região entre o RfA e a etiqueta de histidinas foi seqüenciada evidenciando a
correta fase de leitura.
4.1.3 Avaliação do Crescimento de Crithidia fasciculata em
Diferentes Concentrações de G418 e Higromicina
Os dados deste experimento auxiliaram a escolha das concentrações
utilizadas nos ensaios de transfecção, pois foi possível avaliar a taxa de crescimento
dos parasitas não transfectados na presença de antibiótico. No ensaio com 250
µg/ml de G418 observou-se no final da fase exponencial uma taxa de divisão celular
aproximadamente 100 vezes inferior ao controle (Figura 4.1.3.1). As curvas de
crescimento realizadas com higromicina demonstraram que com uma concentração
de 150 µg/ml ocorreu inibição semelhante à descrita para G418 (Figura 4.1.3.2).
69
5,5
6
6,5
7
7,5
8
8,5
9
0 18 24 29 35 43 47
Tempo (horas)
Número de Células / mL (log).
Controle
10 µg/ml
50 µg/ml
250 µg/ml
1.250 µg/ml
Figura 4.1.3.1: Curvas de crescimento de Crithidia fasciculata na presença de diferentes
concentrações de G418. As barras verticais indicam o desvio padrão.
5,5
6
6,5
7
7,5
8
8,5
0 24 48 72
Tempo (horas)
Número de Células / mL (log).
Controle
50 µg/ml
150 µg/ml
300 µg/ml
Figura 4.1.3.2: Curvas de crescimento de Crithidia fasciculata na presença de diferentes
concentrações de higromicina.
4.1.4 Ensaios de Transfecção e Obtenção de População Clonal em
Crithidia fasciculata
A primeira transfecção foi realizada com aproximadamente 50 µg do vetor
pNUS-T7N. A seleção dos transfectantes procedeu de acordo como descrito (item
3.18), exceto pelo fato de que o acompanhamento da seleção foi feito por
visualização ao microscópio invertido, sem contagem das células. Após um período
de 15 dias, não foram detectados parasitas vivos na cultura controle, enquanto a
cultura de células transfectadas permanecia crescendo.
Na tentativa de se obter uma população clonal, o procedimento descrito no
item 3.20 foi realizado. Em aproximadamente 5 dias observou-se o crescimento de
70
colônias, dentre as quais 5 foram selecionadas aleatoriamente. A partir destas
colônias realizou-se PCR para amplificação dos genes de resistência à neomicina e
da T7 RNA Polimerase. Uma das colônias apresentou resultado positivo para as 2
PCRs (Figura 4.1.5.1-D), sendo então cultivada em meio líquido, nas mesmas
condições anteriores ao cultivo em meio sólido. Esta cultura, nomeada de clone 1, foi
utilizada para extração de DNA plasmidial e DNA total, utilizados na caracterização
molecular do vetor (item 4.1.5).
O vetor pNUS-PT7-RfAH foi recombinado, pela plataforma Gateway®
(Invitrogen), com os genes Tc00.1047053510877.30 (A1), Tc00.1047053507001.70
(C1) e Tc00.1047053506559.380 (C4), originando os clones pNUS-PT7H-A1, pNUS-
PT7H-C1 e pNUS-PT7H-C4, respectivamente. Estes foram transfectados em
Crithidia fasciculata selvagem e Crithidia fasciculata clone 1. Foram utilizados para
cada transfecção 45 µg, 70 µg e 100 µg dos clones A1, C1 e C4, respectivamente.
As culturas de Crithidia fasciculata clone 1 transfectadas e uma cultura de Crithidia
fasciculata clone 1 sem a transfecção, servindo como controle, foram selecionadas
com G418 e/ou higromicina. Neste caso, a concentração de G418 utilizada desde o
início da seleção foi de 285 µg/ml, pois a população celular do clone 1 já havia sido
previamente selecionada. As culturas de Crithidia fasciculata transfectadas apenas
com pNUS-PT7-RfAH e o respectivo controle foram selecionados somente com
higromicina. O acompanhamento destas seleções foi realizado por contagem do
número de células, num intervalo de 4 a 6 dias (Figura 4.1.4.1 a Figura 4.1.4.4).
Após um período de 11 a 15 dias, o número de parasitas nas culturas controles foi
inferior a 1 x 10
5
células/ml.
71
4
5
6
7
8
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Tempo (dias)
Número de Células / mL (log).
C
A1
C1
C4
D
1
D
2
Figura 4.1.4.1: Seleção das culturas de C. fasciculata selvagem transfectado com pNUS-PT7-
RfAH. Legenda: C = controle (não transfectado), A1, C1, C4 = genes transfectados através do vetor
pNUS-PT7-RfAH. No eixo das abscissas, D1 e D2 correspondem às diluições das culturas, realizadas
durante a seleção no 6º e 11º dias, respectivamente. D1 = 1:14,28, D2 = 1:20. Após a transfecção
(Tempo 0), a taxa de morte celular devido a este procedimento não foi avaliada.
0,9
1
1,1
1,2
1,3
1,4
1,5
1,6
1,7
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Tempo (dias)
Transfectante / Controle.
C
A1
C1
C4
Figura 4.1.4.2: Relação entre as culturas de C. fasciculata selvagem transfectado e a cultura
controle. Legenda: C = controle (não transfectado), A1, C1, C4 = genes transfectados através do
vetor pNUS-PT7-RfAH.
72
2
3
4
5
6
7
8
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Tempo (dias)
Número de Células / mL (log).
C-T7
A1-T7
C1-T7
C4-T7
D
1
D
2
Figura 4.1.4.3: Seleção das culturas de C. fasciculata clone 1 transfectado com pNUS-PT7-
RfAH. Legenda: C-T7 = controle (clone 1), A1-T7, C1-T7, C4-T7 = genes transfectados através do
vetor pNUS-PT7-RfAH em parasitas previamente transfectados com o gene da T7 RNA Polimerase.
No eixo das abscissas, D1 e D2 correspondem às diluições das culturas, realizadas durante a seleção
no 6º e 11º dias, respectivamente. D1 = 1:10, D2 = 1:20. Após a transfecção (Tempo 0), a taxa de
morte celular devido a este procedimento não foi avaliada.
0,9
1,1
1,3
1,5
1,7
1,9
2,1
2,3
0 2 4 6 8 10 12
Tempo (dias)
Transfectante / Controle
C-T7
A1-T7
C1-T7
C4-T7
Figura 4.1.4.4: Relação entre as culturas de C. fasciculata clone 1 transfectado e a cultura
controle.
Legenda: C-T7 = controle (clone 1), A1-T7, C1-T7, C4-T7 = genes transfectados através do
vetor pNUS-PT7-RfAH em parasitas previamente transfectados com o gene da T7 RNA Polimerase.
4.1.5 Caracterização Molecular e Detecção dos Transcritos em
Crithidia fasciculata Transfectada com pNUS-T7N e pNUS-
PT7-RfAH
Para detectar a presença de formas epissomais, verificando a estrutura dos
clones pNUS-T7N, utilizou-se o procedimento descrito no item 3.19, empregando
DNA dos parasitas pré-cultivo em meio sólido. Foram analisadas 12 colônias
bacterianas e apenas uma apresentou tamanho do plasmídeo compatível com o
73
vetor pNUS-T7N (Figura 4.1.5.1-A). A partir desta colônia realizou-se extração do
DNA plasmidial, com o qual foi realizada uma digestão com a endonuclease de
restrição EcoRI para liberação do inserto e uma PCR para amplificação do gene da
T7 RNA Polimerase. O fragmento liberado pela digestão e o produto de PCR
demonstraram tamanho compatível com o gene da T7 RNA Polimerase (Figura
4.1.5.1-B e C).
Também se realizou este procedimento a partir do DNA do clone 1. Foram
analisadas 30 colônias por palitagem, dentre as quais 12 apresentaram tamanhos
compatíveis com o vetor em questão. As colônias contendo plasmídeos de
tamanhos menores não foram analisadas (Figura 4.1.5.1-E). O DNA total foi
utilizado para ensaios de Southern blot.
Figura 4.1.5.1: Recuperação do vetor pNUS-T7N, a partir de Crithidia fasciculata, pré e pós
cultivo em meio sólido. A – Visualização de palitagem para 12 colônias de Escherichia coli.
Canaletas C = controle (pNUS-T7N), 1-6 = colônias analisadas (2 por canaleta), o plasmídeo com
tamanho compatível com o controle foi detectado apenas na canaleta 2. B – Digestão com EcoRI do
plasmídeo com tamanho correto, visualizado em A. Canaletas 1 = 1 kb Plus (Invitrogen), 2 =
plasmídeo não digerido, 3 = plasmídeo digerido. C – PCR para T7 RNA Polimerase a partir do mesmo
plasmídeo utilizado em B. Canaletas 1 = 1 kb Plus, 2 = controle positivo, 3 = plasmídeo utilizado em
B. D – PCR a partir de 5 colônias de Crithidia fasciculata. Canaletas 1 = 1 kb Plus, 2-6 = colônias 1 a
5 com iniciadores para resistência à neomicina, 7-11 = colônias 1 a 5 com iniciadores para T7 RNA
Polimerase. E – Palitagem de 30 colônias de Escherichia coli, obtidas por transformação do DNA
plasmidial isolado a partir do clone 1. Canaletas C = controle (pNUS-T7N), 1, 2, 4, 6, 8, 13, 15, 16, 17,
20, 23 e 25 = plasmídeos com tamanhos compatíveis com o controle. Em A, B, C e D utilizou-se gel
de agarose 0,8%.
74
A fim de se fazer a caracterização molecular dos vetores pNUS-T7N e pNUS-
PT7-RfAH em Crithidia fasciculata, foram realizados ensaios de Southern-blot (item
3.24) e PCR. O ensaio de Southern-blot foi realizado somente a partir da cultura de
Crithidia fasciculata transfectada com pNUS-T7N, identificada como clone 1 (item
3.20). A enzima escolhida para digestão do DNA foi SalI, por clivar o vetor pNUS-
T7N somente uma vez, fornecendo informações sobre o tamanho total do vetor
linearizado. No Southern-blot foram utilizados alguns controles a fim de se obter
comparações com o perfil eletroforético do DNA do parasita transfectado. Em um
dos controles, misturou-se DNA do parasita não transfectado com DNA plasmidial de
pNUS-T7N (controle 1), submetidos ou não à digestão com SalI. Também foram
utilizadas como controle amostras de DNA plasmidial digeridas (controle 2) e não
digeridas (controle 3), além de DNA de parasita não transfectado digerido com SalI
(controle 4).
Na Figura 4.1.5.2, as bandas visualizadas a partir de DNA do parasita
transfectado digerido apresentaram tamanhos compatíveis com as bandas presentes
nos controles 1 digerido e 2, sugerindo a presença de plasmídeos nas formas
epissomais nos parasitas transfectados. As bandas visualizadas no controle 1 não
digerido e na canaleta 7B (banda superior) apresentaram tamanhos similares. Este
dado pode justificar a presença desta banda, que pode ser devido à digestão
insuficiente do material. Esta banda não aparece na canaleta 7A, mas uma possível
explicação pode ser embasada no fato da digestão do material presente na canaleta
7B ter sido realizada separadamente da digestão do material presente na canaleta
7A, no entanto, tal constatação necessita de novos ensaios. A banda detectada na
canaleta com DNA não digerido do parasita transfectado pode representar a forma
concatenada do plasmídeo, conforme já descrito (TETAUD et al., 2002). A ausência
de sinal no controle 3 possivelmente se deve à quantidade de material aplicado no
gel.
A fim de complementar a caracterização por Southern blot, foram avaliadas a
presença e a manutenção da disposição dos cassetes que compõe os vetores
pNUS-T7N e pNUS-PT7H-A1. Para isso, foram realizadas PCRs utilizando-se como
molde DNA dos parasitas transfectados com pNUS-T7N (clone 1), pNUS-PT7-
RfA(A1) e com ambos vetores. As reações foram feitas de acordo com o item 3.9,
sendo utilizados iniciadores para a amplificação de alguns cassetes que formam os
vetores, de maneira que os tamanhos dos produtos obtidos fossem comparados com
75
controles positivos, cujas reações foram realizadas a partir de DNA plasmidial como
molde.
Figura 4.1.5.2: Análise por Southern blot de Crithidia fasciculata transfectado com pNUS-T7N.
Utilizaram-se as sondas (A) NEO e (B) T7. Canaletas 1 = controle 1 (5 µg de DNA do parasita não
transfectado misturado com 100 ng de pNUS-T7N), 2 = controle 1 digerido com SalI, 3 = controle 2
(100 ng de pNUS-T7N digerido com SalI), 4 = controle 3 (10 ng de pNUS-T7N), 5 = 5 µg de DNA do
parasita transfectado, 6 = controle 4 (5 µg de DNA do parasita não transfectado digerido com SalI), 7
= 5 µg de DNA do parasita transfectado digerido com SalI), M = 1 kb Plus (Invitrogen).
A fim de facilitar a apresentação dos dados, os conjuntos de iniciadores foram
enumerados e se destinam a amplificar as seguintes seqüências de DNA: (i)
iniciadores A1 e R17, amplificando o gene da T7 RNA Polimerase + PKGA3’(2,9 kb);
(ii) iniciadores A1 e R8, cassete contendo T7RNAPol + PGKA3’ + PGKB5’ +
Neomicina (4,5 kb); (iii) iniciadores A8 e R17, extensão de aproximadamente 7,8 kb
do vetor pNUS-T7N; (iv) iniciadores A19 e R16, extensão de aproximadamente 8,8
kb do vetor pNUS-T7N; (v) iniciadores A25 e R19 , cassete contendo A1-PGKA3’ +
PGKB5’ + higromicina (2,8 kb); (vi) iniciadores fita senso do adaptador PT7 (Figura
3.16.3) e R19, cassete contendo adaptador PT7 + PGKB5’ + A1 + PGKA3’ +
PGKB5’ + higromicina (3,5 kb); (vii) iniciadores e A24 e R17, extensão de
aproximadamente 6,1 kb do vetor pNUS-PT7H-A1.
Na avaliação do vetor pNUS-T7N (Figura 4.1.5.3-A), detectaram-se produtos
de PCR nos tamanhos esperados para os iniciadores (i), (ii) e (iii), no entanto com
algumas ressalvas: (1ª) O controle positivo para o iniciador (i) (canaleta 3-A) não foi
aplicado no gel devido a uma falha na montagem das reações na placa de 96 poços
e (2ª) nas reações com os iniciadores (iii) também foram observados produtos de
tamanhos inespecíficos (aproximadamente 0,7 kb), no controle positivo mais
76
intensamente e na amostra avaliada de maneira mais discreta. As reações com os
iniciadores (iv) apresentaram produtos de tamanhos inespecíficos (um pouco acima
de 3 kb).
Figura 4.1.5.3: Avaliação da presença e estrutura dos vetores em Crithidia fasciculata após
transfecção. Através de reações de PCR, foram analisados os vetores (A) pNUS-T7N e (B,C) pNUS-
PT7H-A1. Nas reações foram utilizados 50 ng de DNA total dos parasitas ou 2 ng dos plasmídeos
(controles positivos). Ao lado da identificação dos iniciadores está o tamanho em kb esperado para o
produto de PCR. Em A, canaletas 1 = 1 kb Plus (Invitrogen), 2 = DNA do parasita não transfectado
(controle negativo 1) + iniciadores para o gene da T7 RNA Polimerase (iniciadores (i) – 2,8 kb), 3 =
pNUS-T7N + iniciadores (i), 4 = DNA do parasita transfectado com pNUS-T7N (Cf-T7) + iniciadores
(i), 5 = controle negativo 1 + iniciadores para o cassete contendo T7RNAPol-PGKA3’-PGKB5’-NEO
(iniciadores (ii) – 4,5 kb), 6 = pNUS-T7N + iniciadores (ii), 7 = Cf-T7 + iniciadores (ii), 8 = controle
negativo 1 + iniciadores para a extensão de 7,8 kb do vetor (iniciadores (iii) – 7,8 kb), 9 = pNUS-T7N
+ iniciadores (iii), 10 = Cf-T7 + iniciadores (iii), 11 = controle negativo 1 + iniciadores para a extensão
de 8,8 kb do vetor (iniciadores (iv) – 8,8 kb), 12 = pNUS-T7N + iniciadores (iv), 13 = Cf-T7 +
iniciadores (iv). Em B, canaletas 1 = 1 kb Plus, 2 = controle negativo 1 + iniciadores para o cassete
contendo A1-PGKA3’-PGKB5’-HIGRO (iniciadores (v)– 2,8 kb), 3 = pNUS-PT7-RfA(A1) + iniciadores
(v), 4 = DNA do parasita transfectado com pNUS-PT7-RfA(A1) (Cf-A1) + iniciadores (v), 5 = controle
negativo 1 + iniciadores para o cassete contendo adaptadorPT7-PGKB5’-A1-PGKA3’-PGKB5’-HIGRO
(iniciadores (vi) – 3,5 kb), 6 = pNUS-PT7-RfA(A1) + iniciadores (vi), 7 = Cf-A1 + iniciadores (vi), 8 =
controle negativo + iniciadores para a extensão de 6,1 kb do vetor (iniciadores (vii) – 6,1 kb), 9 =
pNUS-PT7-RfA(A1) + iniciadores (vii), 10 = Cf-A1 + iniciadores (vii). Em C, canaletas 1 = 1 kb Plus, 2
= Cf-T7 + iniciadores (v), 3 = DNA do parasita transfectado com pNUS-T7N e pNUS-PT7-RfA(A1) (Cf-
T7-A1) + iniciadores (v), 4 = Cf-T7 + iniciadores (vi), 5 = Cf-T7-A1 + iniciadores (vi), 6 = Cf-T7 +
iniciadores (vii), 7 = Cf-T7-A1 + iniciadores (vii).
As PCRs para avaliação do vetor pNUS-PT7H-A1 em Crithidia fasciculata
transfectado ou não com pNUS-T7N (Figura 4.1.5.3-C e B, respectivamente) não
apresentaram produtos com os tamanhos esperados, tanto para os controles
positivos, como para as amostras avaliadas. Na canaleta 3-C observaram-se 2
77
bandas entre 2 e 3 kb, no entanto o controle positivo para esta reação, presente na
canaleta 3-B, não apresentou a banda com o tamanho esperado.
Com a intenção de verificar a presença de mRNAs correspondentes aos
genes da T7 RNA Polimerase e resistência à neomicina, realizou-se northern blot
utilizando-se o mesmo clone e sondas utilizados para Southern blot. Como controle
foi utilizado RNA do parasita não transfectado. Na Figura 4.1.5.4, foram visualizadas
bandas nas canaletas contendo RNA do parasita transfectado, detectadas com
ambas as sondas, indicando a ocorrência de transcrição dos genes transfectados.
Figura 4.1.5.4: Análise por northern blot de Crithidia fasciculata transfectado com pNUS-T7N.
Utilizaram-se as sondas (A) T7 e (B) NEO. Canaletas 1 = controle (5 µg de RNA do parasita não
transfectado), 2 = 5 µg de RNA do parasita transfectado, M = 0,24-9,5 kb RNA ladder (Gibco).
4.1.6 Ensaios de Western Blot
Os extratos protéicos, obtidos a partir das culturas transfectadas e não
transfectadas de Crithidia fasciculata, foram submetidos à metodologia descrita no
item 3.23. Os tempos de revelação variaram entre 8 min 30 s e 10 min 30 s,
utilizando anti-histidina e entre 1 min 30 s e 3 min 30 s, utilizando anticorpos contra
as proteínas recombinantes. Os controles utilizados foram extratos de Crithidia
fasciculata não tranfectado, transfectado apenas com pNUS-T7N e proteínas
recombinantes purificadas A1, C1 e C4, obtidas por expressão em Escherichia coli.
Estas proteínas recombinantes, por possuírem etiqueta de histidinas e sítios
attB fusionados, contêm um tamanho adicional de aproximadamente 4 kDa. Através
de SDS-PAGE não foram observadas diferenças entre os extratos das culturas
transfectadas e não transfectadas, possivelmente devido ao nível de expressão
78
protéica obtido. As análises por western blot com anticorpo anti-histidina não
detectaram a presença das proteínas recombinantes nos parasitas transfectados
(Figura 4.1.6.1), mesmo utilizando uma concentração de anti-histidina três vezes
maior que a recomendada pelo fabricante. Este resultado demonstra que, ou a
quantidade de proteína recombinante nos extratos está abaixo da sensibilidade do
anticorpo, ou estas proteínas não foram expressas.
Figura 4.1.6.1: Análise por western blot de C. fasciculata transfectado utilizando anticorpo anti-
histidina. Extratos de 1 x 10
7
células e 0,5 µl de proteínas recombinantes, produzidas em Escherichia
coli, foram analisados com anticorpo monoclonal anti-histidina. Canaletas 1 = Crithidia fasciculata não
transfectado (Cf), 2 = Crithidia fasciculata transfectado com pNUS-T7N (Cf-T7), 3 = A1 produzida em
Escherichia coli, 4 = Cf transfectado com pNUS-PT7-RfA(A1), 5 = Cf-T7 transfectado com pNUS-PT7-
RfA(A1), 6 = C1 produzida em Escherichia coli, 7 = Cf transfectado com pNUS-PT7-RfA(C1), 8 = Cf-
T7 transfectado com pNUS-PT7-RfA(C1), 9 = C4 produzida em Escherichia coli, 10 = Cf transfectado
com pNUS-PT7-RfA(C4), 11 = Cf-T7 transfectado com pNUS-PT7-RfA(C4). Utilizou-se Bench Mark
(Invitrogen) como marcador de peso molecular.
Através de análise por western blot com anticorpos contra as proteínas
recombinantes, foi possível a detecção de bandas correspondentes às proteínas
recombinantes, exceto para C4 (Figura 4.1.6.2), reforçando a hipótese de
sensibilidade insuficiente no ensaio com anticorpo anti-histidina. A proteína
recombinante A1 apresentou migração eletroforética não condizente com o tamanho
determinado in silico (Figura 4.1.6.1 e Figura 4.1.6.2), sendo que este fato já havia
sido observado em estudo prévio envolvendo esta proteína. Visualmente não foi
possível detectar diferenças entre os níveis de expressão das proteínas
recombinantes em sistemas com e sem T7 RNA Polimerase. Somente para C4
foram detectadas bandas correspondentes ao tamanho da proteína nativa detectada
79
em extrato de Trypanosoma cruzi (aproximadamente 20 kDa). Estas bandas foram
visualizadas nas membranas, tanto nos extratos dos controles quanto nos dos
transfectados, no entanto, não foram detectadas na Figura 4.1.6.2 devido à perda
de sinal na imagem digitalizada.
Figura 4.1.6.2: Análise por western blot de C. fasciculata transfectado utilizando anticorpos
contra as proteínas recombinantes. Extratos de 1 x 10
7
células e 0,5 µl de proteínas
recombinantes, produzidas em Escherichia coli, foram analisados com (1-5) anticorpo policlonal anti-
A1, (6-10) anticorpo policlonal anti-C1, (11-15) anticorpo policlonal anti-C4. Canaletas 1, 6 e 11 =
Crithidia fasciculata não transfectada (Cf), 2, 7 e 12 = Crithidia fasciculata transfectada com pNUS-
T7N (Cf-T7), 3 = Cf transfectado com pNUS-PT7-RfA(A1), 4 = Cf-T7 transfectado com pNUS-PT7-
RfA(A1), 5 = A1 produzida em Escherichia coli, 8 = Cf transfectado com pNUS-PT7-RfA(C1), 9 = Cf-
T7 transfectado com pNUS-PT7-RfA(C1), 10 = C1 produzida em Escherichia coli, 13 = Cf
transfectado com pNUS-PT7-RfA(C4), 14 = Cf-T7 transfectado com pNUS-PT7-RfA(C4), 15 = C4
produzida em Escherichia coli. Utilizou-se Bench Mark (Invitrogen) como marcador de peso
molecular.
4.2 Construção e Caracterização dos Vetores pTcPR-HisN e
Derivados e pTcPT7-HisN
4.2.1 Processos de Clonagem
As etapas de clonagem na construção dos vetores pTcPR-HisN e pTcPT7-
HisN ocorreram conforme descrito no item 3.16, no entanto, algumas etapas foram
modificadas a fim de contornar alguns problemas encontrados. A clonagem do
cassete RfA foi a etapa mais prolongada do trabalho, pois este cassete possui uma
particularidade, suas extremidades 5’ e 3’ são muito parecidas, fato que dificulta a
inserção por PCR de sítios de restrição específicos para cada extremidade. Outro
fator complicante, no caso da clonagem do RfA em pBluescript II KS(-), foi a escolha
das enzimas de restrição utilizadas nesta clonagem. Os sítios para estas enzimas,
XbaI e SpeI, além de estarem localizados de forma adjacente em pBluescript II KS
80
(-), apresentam extremidades compatíveis após digestão, contribuindo para
possibilidade de clonagem do cassete com a orientação invertida ou re-ligação do
vetor sem que ocorra a clonagem.
A maioria dos clones selecionados após a clonagem do RfA, no momento da
confirmação, não digeriam com XbaI. Diante deste fato, a seguinte estratégia foi
seguida: O vetor foi digerido somente com SpeI e tratado com a enzima fosfatase
alcalina de camarão para prevenir a re-ligação do vetor. O inserto foi digerido
normalmente com XbaI e SpeI, sendo que, após a sua clonagem, a orientação
deveria ser verificada. Para seleção da orientação correta, fez-se a digestão dos
clones obtidos com XbaI e SpeI. A liberação do RfA, após digestão, confirmaria a
orientação correta do inserto, pois como o vetor foi digerido somente com SpeI e o
sítio XbaI presente originalmente no vetor foi conservado, na inserção 5’ do cassete
iria se formar um sítio inativo, oriundo de extremidades XbaI e SpeI, e na inserção 3’
do cassete iria se reconstituir o sítio para SpeI. Na orientação invertida, o sítio inativo
seria formado na inserção 3’ do RfA, impedindo a sua liberação quando fosse
realizada a digestão. Desta forma, selecionou-se um clone, com o qual se
prosseguiu a construção clonando o cassete contendo o promotor.
Após o seqüenciamento verificou-se entre as 6 histidinas e o cassete RfA
uma inserção de 27 nucleotídeos, provenientes do vetor de onde foi extraído o
cassete contendo promotor. Esta inserção originou um códon de parada (TAG).
Inicialmente tentou-se resolver este problema apenas clonando novamente o RfA,
no entanto não se obteve sucesso. Devido aos problemas verificados anteriormente
na amplificação do RfA, adotaram-se as seguintes estratégias: Como estava sendo
observado anteriormente que após a clonagem do RfA em pBluescript II KS(-) não
era possível a digestão do vetor com XbaI e devido a similaridade entre as
extremidades 5’ e 3’ do RfA e, conseqüentemente, dos iniciadores anterógrado e
retrógrado, suspeitou-se da ocorrência de um anelamento preferencial do iniciador
retrógrado no lugar do anterógrado na amplificação do RfA. Esta hipótese foi testada
realizando-se a amplificação do RfA somente com iniciador anterógrado ou somente
com iniciador retrógrado. Foi verificada amplificação nas duas condições, no entanto,
a amplificação na presença apenas do iniciador anterógrado só foi conseguida
baixando-se a temperatura de anelamento de 60 para 50 °C nos 10 primeiros ciclos.
Além disso, foi verificada a concentração da solução contendo os iniciadores e
81
verificou-se uma concentração aproximadamente 5 vezes maior na solução
contendo o iniciador retrógrado.
Após a equiparação na concentração dos iniciadores, foram realizadas novas
PCRs para amplificar o RfA utilizando-se temperaturas de anelamento de até 65 °C,
a fim de favorecer o anelamento específico dos iniciadores. Além dos iniciadores
utilizados anteriormente, foram empregados novos iniciadores anterógrados: 5’-
GGactagtATCACAAGTTTGTACAAAAAAG-3’, contendo o sítio SpeI (caixa baixa) e
5’-GCgagctcATCTAAtctagaATCACAAGTTTGTACAAAAAAG-3’, contendo os sítios
SacI e XbaI (caixa baixa), no entanto mantendo-se o mesmo iniciador retrógrado
com sítio SpeI. Foram então realizadas ligações do vetor com o RfA, possuindo
sítios de restrição variados. No processo de seleção dos clones, identificou-se um
clone, cujo RfA era proveniente da amplificação com o iniciador anterógrado
contendo os sítios SacI e XbaI. Nesta clonagem, o RfA foi clonado nos sítios SacI e
SpeI, retirando o antigo RfA e o promotor, e em seguida o cassete contendo o
promotor foi novamente clonado nos sítios SacI e XbaI.
Na construção do vetor pTcPT7-HisN, a clonagem do RfA em pUC18 também
exigiu atenção especial. A concentração da solução contendo os iniciadores foi
avaliada e verificou-se uma concentração 2 vezes maior da solução contendo o
iniciador retrógrado em relação a contendo o iniciador anterógrado. As
concentrações foram equiparadas e uma nova amplificação do RfA foi realizada,
com temperatura de anelamento de 65 °C. Após a liga ção foi selecionado e
confirmado um clone contendo o RfA, além do cassete clonado anteriormente, o qual
contém o gene para resistência.
Após estas clonagens, foi verificado um erro no desenho dos cassetes
sintéticos, mais especificamente nas regiões intergênicas. Ao invés de terem o
desenho baseado na seqüência genômica, foram desenhadas a partir de um clone
de cDNA, contendo o mini-éxon e a 5’UTR do gene de ubiquitina. A fim de corrigir
este erro, foi realizado novo desenho e encomenda dos novos cassetes. Com isso
foi necessária somente a substituição dos cassetes clonados anteriormente pelos
cassetes novos (Figura 4.2.1.1), com exceção do RfA, o qual não necessitou
substituição. Os cassetes substituídos possuíam a mesma nomenclatura dos novos
cassetes (GSPT7 e GSPDm28c), exceto o cassete contendo a resistência a
antibiótico, que era identificado como GSHYG. As clonagens para substituição dos
cassetes foram feitas após digestão e purificação em gel de agarose dos mesmos. A
82
seleção e confirmação dos clones contendo os novos cassetes foram feitas por PCR
de colônia, exceto para a clonagem do cassete GSPT7 no vetor pTcPT7-HisN, onde
não houve a troca de cassete, pois este ainda não havia sido clonado. Neste caso a
seleção foi realizada por palitagem, tendo como controle o vetor sem o inserto. Na
Figura 4.2.1.1-H, pode-se observar a confirmação do clone 7 (seleção demonstrada
na Figura 4.2.1.1) pela liberação do cassete de aproximadamente 0,4 kb após
digestão com HindIII e XbaI.
Para a confirmação dos clones contendo o novo cassete GSNEO, foram
utilizados os iniciadores anterógrado 5’-
CCGCTCGAGATGATTGAACAAGATGGATT-3’ e retrógrado 5’-
CCGCTCGAGTCAGAAGAACTCGTCAAGAA-3’ para amplificação do gene de
resistência à neomicina (aproximadamente 0,8 kb). Como controles negativos,
utilizaram-se colônias possuindo o vetor contendo o cassete GSHYG, que conferia
resistência à higromicina. Na Figura 4.2.1.1 A e C, pode-se observar que os
controles negativos amplificaram produtos com tamanhos correspondentes ao gene
de resistência à neomicina, no entanto com bandas mais fracas que a maioria das
colônias analisadas. Apesar da baixa especificidade destas seleções, prosseguiu-se
com a confirmação dos clones. Os clones avaliados na canaleta 7 (Figura 4.2.1.1-A
e C) foram confirmados por digestão com ApaI e SpeI (pTcPR-HisN) ou ApaI e KpnI
(pTcPT7-HisN) para liberação do cassete de aproximadamente 1,3 kb.
A seleção dos clones contendo o novo cassete GSPDm28c utilizou os
iniciadores anterógrado 5’-GTGTGGGTCGCAAAATGTCA3’ e retrógrado
5’CTTCCTTAGCTCCTGAAAATCTCG3’ para amplificação de um segmento de
aproximadamente 0,7 kb. Nestas PCRs utilizou-se o mesmo controle descrito acima,
o qual produziria um fragmento de aproximadamente 0,5 kb. Na Figura 4.2.1.1
pode-se verificar a seleção dos clones (E) e a confirmação do clone 10 (F) por
liberação do cassete de aproximadamente 0,9 kb após digestão com HindIII e XbaI.
A substituição da etiqueta de 6 histidinas foi realizada através de digestões
com SphI e XbaI, somente para o vetor pTcPR-HisN. Com isso, foram obtidos
vetores contendo o epítopo c-myc ou as proteínas fluorescentes GFP, CFP ou YFP
para localização celular. Outra etiqueta incorporada foi o cassete TAP tag para
purificação de complexos protéicos.
83
Figura 4.2.1.1: Seleção e confirmação dos clones obtidos durante a troca dos cassetes.
Substituição do cassete GSNEO e GSPDm28c e clonagem do cassete GSPT7 em (A, B, E, F)
pTcPR-HisN e (C, D, G, H), pTcPT7-HisN. A e C – Seleção dos clones contendo o novo cassete
GSNEO através de PCR de colônia com iniciadores para amplificação da resistência à neomicina (0,8
kb). Canaletas 1 = controle negativo, 2-8 = colônias analisadas, 9 = 1 kb Plus (Invitrogen). B e D -
Confirmação dos clones 7 (A e C) por digestão com ApaI e SpeI (B) ou ApaI e KpnI.(D) Canaletas 1 =
1 kb Plus, 2 = clones não digeridos, 3 = clones digeridos. E - Seleção dos clones contendo o novo
cassete GSPDm28c através de PCR de colônia com iniciadores para amplificação de um segmento
deste cassete (0,7 kb). Canaletas 1 = 1 kb Plus, 2-13 = colônias analisadas, 14 = controle. G –
análise por palitagem para seleção do clone contendo o novo cassete GSPT7. Canaletas 1-7 e 9-14 =
colônias analisadas, 8 = controle (clone 7 selecionado em C). F e H = Respectivamente a
confirmação dos clones 10 (E) e 7 (G) por digestão com SacI e XbaI (F) ou HindIII e XbaI.(H).
Canaletas 1 = 1 kb Plus, 2 = clones não digeridos, 3 = clones digeridos. Os controles utilizados em A,
C e E foram obtidos a partir do vetor pTcPR-HisN contendo os cassetes GSPDm28c antigo e
GSHYG. Todos os géis foram elaborados com agarose 0,8%.
4.2.2 Seqüenciamento do DNA
O desenho dos iniciadores empregados no seqüenciamento ocorreu como
descrito no item 3.8. Os dados demonstraram ausência de mutações nas regiões de
inserção dos cassetes e genes nos vetores. O seqüenciamento completo dos
cassetes sintéticos foi realizado pela GenScript, não sendo observadas alterações.
O RfA e as etiquetas não tiveram seqüenciamento completo, devido a baixa
eficiência obtida com alguns oligonucleotídeos. Novos oligonucleotídeos são
necessários para o fechamento do seqüenciamento destes segmentos.
84
4.2.3 Avaliação do Crescimento de Trypanosoma cruzi em
Diferentes Concentrações de G418
As curvas de crescimento foram realizadas na presença de G418 nas
concentrações de 250, 500 e 1.000 µg/ml. Como controle, utilizou-se uma cultura
sem a adição de antibiótico. Os dados obtidos (Figura 4.2.3.1) demonstraram que
com a concentração de 500 µg/ml, o número de células após 120 horas foi
aproximadamente 15 vezes menor comparando-se com o controle. Com isso, esta
concentração foi escolhida para realizar a seleção das células de Trypanosoma cruzi
transfectadas.
6
6,5
7
7,5
8
8,5
0 24 48 72 96 120 144
Tempo (horas)
Número de Células / mL (log).
Controle
250 µg/ml
500 µg/ml
1.000 µg/ml
Figura 4.2.3.1: Curvas de crescimento de Trypanosoma cruzi na presença de diferentes
concentrações de G418.
4.2.4 Transfecções em Trypanosoma cruzi
Da mesma forma que para os vetores de Crithidia fasciculata, os vetores de
Trypanosoma cruzi pTcPR-HisN, pTcPR-GFPN, pTcPR-CFPN, pTcPR-YFPN,
pTcPR-mycN e pTcPR-TAPN foram recombinados com os mesmo três genes de
Trypanosoma cruzi (A1, C1 e C4). As transfecções foram realizadas com 65 a 110
µg de DNA. O acompanhamento da seleção foi através da contagem do número de
células em câmara de Neubauer, mantendo-se o número de células em torno de 1 x
10
6
células/ml através de diluições (Figura 4.2.4.1 a Figura 4.2.4.7). Num período
entre 18 e 24 dias foram obtidas populações resistentes ao antibiótico, apresentando
uma taxa de multiplicação celular próxima às das culturas não transfectadas e sem
antibiótico. As transfecções foram realizadas em 4 grupos para facilitar o
85
gerenciamento das culturas. Em alguns casos, como na transfecção com pTcPR-
HisN-A1 (grupo 1), a contagem do número de células da cultura controle no décimo
dia de seleção foi inferior a 2,5 x 10
3
células/ml (Figura 4.2.4.1).
5
5,5
6
6,5
7
7,5
8
0 5 10 15 20
Tempo (dias)
Número de Células / mL (log).
Controle
His-A1
D
1
D
3
D
2
Figura 4.2.4.1: Acompanhamento da seleção de T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN-A1.
Legenda: His-A1 = pTcPR-HisN-A1. Diluições das culturas: D1 = 1:3,33 no 3º dia. D2 = 1:1,92 no 10º
dia, somente para His-A1. D3 = 1:5 no 14º dia, somente para His-A1. No 10º dia o controle
apresentou número de células inferior a 2,5 x 103/ml.
0,96
1
1,04
1,08
1,12
1,16
1,2
0 2 4 6 8
Tempo (dias)
Transfectado / Controle.
Controle
His-A1
Figura 4.2.4.2: Relação entre a cultura de T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN-A1 e a cultura
controle. Legenda: His-A1 = pTcPR-HisN-A1.
No segundo grupo de transfecções (Figura 4.2.4.3), a segunda diluição não
foi efetuada para o controle e para 4 das 12 culturas, CFP-C1, TAP-C1, GFP-C1 e
GFP-C4, pois apresentavam contagem de células inferior às demais. Vale ressaltar
que, dentre estas, 3 haviam sido transfectadas com C1, com quantidades de DNA
semelhantes às demais.
86
4
4,5
5
5,5
6
6,5
7
7,5
8
0 5 10 15 20 25
Tempo (dias)
Número de Células / mL (log).
Controle
CFP-A1
TAP-A1
CFP-C1
TAP-C1
CFP-C4
TAP-C4
GFP-A1
His-C1
GFP-C1
His-C4
GFP-C4
D
1
D
2
Figura 4.2.4.3: Acompanhamento das seleções de T. cruzi transfectado com diversos vetores.
Legenda: CFP-A1 = pTcPR-CFPN-A1, TAP-A1 = pTcPR-TAPN-A1, CFP-C1 = pTcPR-CFPN(C1),
TAP-C1 = pTcPR-TAPN-C1, CFP-C4 = pTcPR-CFPN(C4), TAP-C4 = pTcPR-TAPN-C4, GFP-A1 =
pTcPR-GFPN-A1, His-C1 = pTcPR-HisN-C1, GFP-C1 = pTcPR-GFPN-C1, His-C4 = pTcPR-HisN-C4,
GFP-C4 = pTcPR-GFPN-C4. Diluições das culturas: D1 = 1:10 no 7º dia. D2 = 1:10 no 17º dia,
somente para CFP-A1, TAP-A1, CFP-C4, TAP-C4, GFP-A1, His-C1 e His-C4.
0,8
1
1,2
1,4
1,6
1,8
2
0 5 10 15 20
Tempo (dias)
Transfectante / Controle.
Controle
CFP-A1
TAP-A1
CFP-C1
TAP-C1
CFP-C4
TAP-C4
GFP-A1
His-C1
GFP-C1
His-C4
GFP-C4
Figura 4.2.4.4: Relação entre as culturas de T. cruzi transfectado com diversos vetores e a
cultura controle. Legenda: CFP-A1 = pTcPR-CFPN-A1, TAP-A1 = pTcPR-TAPN-A1, CFP-C1 =
pTcPR-CFPN(C1), TAP-C1 = pTcPR-TAPN-C1, CFP-C4 = pTcPR-CFPN(C4), TAP-C4 = pTcPR-
TAPN-C4, GFP-A1 = pTcPR-GFPN-A1, His-C1 = pTcPR-HisN-C1, GFP-C1 = pTcPR-GFPN-C1, His-
C4 = pTcPR-HisN-C4, GFP-C4 = pTcPR-GFPN-C4.
87
Caso semelhante ao ocorrido no grupo 2, também pode ser observado no
terceiro grupo de transfecções (Figura 4.2.4.5), evolvendo as culturas Myc-C1 e
YFP-C1.
4,5
5,5
6,5
7,5
8,5
0 5 10 15 20 25
Tempo (dias)
Número de Células / mL (log).
Controle
YFP-C1
Myc-A1
Myc-C1
Myc-C4
D
1
D
2
Figura 4.2.4.5: Acompanhamento das seleções de T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN e
pTcPR-YFPN-C1. Legenda: YFP-C1 = pTcPR-YFPN-C1, Myc-A1 = pTcPR-mycN-A1, Myc-C1 =
pTcPR-mycN-C1, Myc-C4 = pTcPR-mycN-C4. Diluições das culturas: D1 = 1:14,28 no 6ºdia. D2 =
1:10 no 15ºdia, somente para Myc-A1 e Myc-C4.
0,9
1
1,1
1,2
1,3
1,4
1,5
1,6
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Tempo (dias)
Transfectante / Controle.
Controle
YFP-C1
Myc-A1
Myc-C1
Myc-C4
Figura 4.2.4.6: Relação entre as culturas de T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN ou pTcPR-
YFPN-C1 e a cultura controle. . Legenda: YFP-C1 = pTcPR-YFPN-C1, Myc-A1 = pTcPR-mycN-A1,
Myc-C1 = pTcPR-mycN-C1, Myc-C4 = pTcPR-mycN-C4.
Na Figura 4.2.4.7 pode-se avaliar o desenvolvimento das culturas do grupo 4
em um intervalo de 10 dias, sem intervenção de diluições. A diferença entre o
controle e os transfectados foi na grandeza de 10
3
, após 10 dias de seleção.
88
3
4
5
6
7
8
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
Tempo (dias)
Número de Células / mL (log).
Controle
YFP-A1
YFP-C4
D
1
D
2
Figura 4.2.4.7: Acompanhamento das seleções de T. cruzi transfectado com pTcPR-YFP.
Legenda: YFP-A1 = pTcPR-YFPN-A1, YFP-C4 = pTcPR-YFPN(C4). Diluições das culturas: D1 = 1:20
no 10º dia, menos para o controle. D2 = 1:14,28 para YFP-A1 e 1:4 para YFP-C4 no 15º dia.
0,9
1,1
1,3
1,5
1,7
1,9
2,1
2,3
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Tempo (dias)
Transfectante / Controle.
Controle
YFP-A1
YFP-C4
Figura 4.2.4.8: Relação entre as culturas de T. cruzi transfectado com pTcPR-YFP e a cultura
controle. Legenda: YFP-A1 = pTcPR-YFPN-A1, YFP-C4 = pTcPR-YFPN(C4).
O vetor pTcPT7-HisN não foi caracterizado, pois ainda não dispõe-se de um
sistema para expressão da T7 RNA Polimerase e do repressor de tetraciclina em
Trypanosoma cruzi.
89
4.2.5 Caracterização Molecular de pTcPR-HisN e Derivados
Alguns vetores possuem a característica de integração cromossômica, como
por exemplo, o vetor pLEW13 (WIRTZ et al., 1999) em Trypanosoma brucei,
enquanto outros permanecem epissomais, como pTEX (KELLY et al., 1992) em
Trypanosoma cruzi. Alguns testes foram realizados a fim de verificar a ocorrência ou
não de integração, além da manutenção da estrutura dos vetores. A estratégia
consiste no uso de conjuntos de oligonucleotídeos, anelando em cassetes próximos,
o que resultaria na amplificação por PCR de produtos com tamanhos conhecidos.
Outra possibilidade, no caso de existirem formas epissomais no parasita, é a
amplificação do vetor inteiro. Utilizando-se DNA dos parasitas transfectados, foram
realizadas PCRs para amplificação de diversos segmentos que constituem os
vetores. Os vetores analisados foram pTcPR-HisN e derivados, recombinados com o
gene A1.
Nas PCRs foram utilizados iniciadores para os seguintes segmentos dos
vetores: (i) iniciadores A* e R14, amplificando o promotor (0,4 kb); (ii) iniciadores A14
e R5/R6/R7/R20/fita anti-senso do adaptador c-myc (Figura 3.16.3), (promotor +
intergênica + etiquetas - 0,5 a 1,2 kb); (iii) iniciadores A5/A6/A7/fita senso do
adaptador c-myc e R21, (etiqueta + A1 - 0,7 a 1,4 kb) ou, no caso do vetor contendo
etiqueta de histidinas, iniciadores A14 e R20, (promotor + intergênica + etiqueta + A1
- 1,2 kb); (iv) iniciadores A25 e R8, (A1 + intergênica + neomicina - 1,8 kb); (v)
iniciadores A8 e R*, (neomicina + intergênica - 1,1 kb); (vi) iniciadores A* e R*,
(GSPDm28c + RfA + GSNEO - 3,1 a 3,8 kb); (vii) iniciadores A14 e R14, (vetor
inteiro - 5,8 a 6,5 kb). Os iniciadores estão especificados na Tabela 3.8.1,Tabela
3.8.2 e Tabela 3.8.3.
Na Figura 4.2.5.1, foi possível verificar amplificação para a maioria dos
segmentos de DNA, em seis vetores analisados. As amplificações não ocorreram ou
resultaram em bandas de tamanhos inespecíficos apenas para os segmentos
compreendendo o vetor inteiro e o cassete GSPDm28c + RfA + GSNEO. Os
controles positivos, onde se utilizou DNA plasmidial como molde, também não
demonstraram amplificação para os dois maiores produtos, segmentos (vi) e (vii),
além das bandas observadas para o segmento (i) apresentarem tamanhos
superiores aos esperados. Os controles negativos não apresentaram bandas em
nenhuma das amplificações.
90
Figura 4.2.5.1: Avaliação da presença e estrutura dos vetores em Trypanosoma cruzi. Através
de reações de PCR foram analisados os vetores (A) pTcPR-CFPN-A1, (B) pTcPR-TAPN-A1, (C)
pTcPR-GFPN-A1, (D) pTcPR-HisN-A1, (E) pTcPR-mycN-A1 e (F) pTcPR-YFPN-A1. Nas reações
foram utilizados 50 ng de DNA total dos parasitas ou 2 ng dos plasmídeos (controles positivos). DNA
molde utilizado: Canaletas 1, 4, 7, 9, 11, 13, e 15 = controles positivos, 2, 5, 8, 10, 12, 14 e 16 = DNA
dos parasitas transfectados, 3 e 6* = DNA dos parasitas não transfectados (controles negativos).
Iniciadores utilizados para amplificação dos seguintes segmentos: Canaletas 1 e 2 = promotor (0,4
kb), 3-5 = promotor + intergênica + etiquetas (0,5 a 1,2 kb), 6-8** = etiqueta + A1 (0,7 a 1,4 kb), 9 e 10
= A1 + intergênica + neomicina (1,8 kb), 11 e 12 = neomicina + intergênica (1,1 kb), 13 e 14 =
GSPDm28c + RfA + GSNEO (3,1 a 3,8 kb), 15 e 16 = vetor inteiro (5,8 a 6,5 kb). Canaletas M = 1 kb
Plus (Invitrogen). * = Foram apresentados controles negativos apenas para dois segmentos
(canaletas 3 e 6). ** = em A foi amplificado promotor + intergênica + etiqueta + A1 (1,2 kb).
91
Complementando os testes acima, um segmento de aproximadamente 4 kb
foi analisado por PCR, apenas para o vetor pTcPR-HisN-A1. O iniciador retrógrado
(R14, Tabela 3.8.2) deveria anelar na região promotora e o iniciador anterógrado
(A8, Tabela 3.8.2), na resistência a neomicina. Foi amplificado um fragmento de
aproximadamente 4 kb (Figura 4.2.5.2), estando de acordo com a análise in silico.
Figura 4.2.5.2: Avaliação complementar do vetor pTcPR-HisN-A1 em Trypanosoma cruzi. PCR
realizada com 100 ng de DNA e visualizada em gel de agarose 0,8%. Canaletas 1 = 1 kb Plus
(Invitrogen), 2 = DNA do parasita transfectado, 3 = DNA do parasita não transfectado. Foram
utilizados iniciadores para amplificação de um fragmento de aproximadamente 4 kb.
4.2.6 Avaliação da Expressão e Localização das Proteínas
Recombinantes
Nesta etapa, através da análise do gel SDS-PAGE, corado com Coomassie,
não foram observadas diferenças entre os extratos das culturas de T. cruzi
transfectadas e não transfectadas. Após transferência dos extratos para membrana
de nitrocelulose, fez-se a incubação com anticorpo monoclonal anti-histidina (Figura
4.2.6.1). Nesta análise, além de se observar a presença das proteínas
recombinantes nos extratos, fez-se a comparação de tamanho com as proteínas
produzidas em Escherichia coli. Foram detectadas bandas de intensidade fraca para
os extratos e com tamanhos similares aos das proteínas produzidas em E. coli,
exceto para C4, a qual apresentou uma diferença de aproximadamente 5 kDa.
92
Figura 4.2.6.1: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN por western blot
com anticorpo monoclonal anti-histidina. Extratos de 1 x 10
7
células e 0,5 µl de proteínas
recombinantes, produzidas em Escherichia coli, foram analisados. O tempo de revelação para cada
canaleta está entre parênteses. Canaletas 1 = T. cruzi não transfectado (9 min), 2 = A1 produzida em
E. coli (5 min), 3 = T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN-A1 (9 min), 4 = C1 produzida em E. coli (9
min), 5 = T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN-C1 (9 min), 6 = C4 produzida em E. coli (5 min), 7 =
T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN-C4 (9 min). As setas em 3, 5 e 7 indicam as proteínas
recombinantes nos extratos. Utilizou-se Bench Mark (Invitrogen) como marcador de peso molecular.
Os extratos analisados acima também foram incubados com anticorpos contra
as proteínas recombinantes (Figura 4.2.6.2). Diferentemente do anticorpo anti-
histina, estes anticorpos possuem especificidade para as proteínas nativas de T.
cruzi, além das proteínas recombinantes. Nos extratos foram verificadas bandas
correspondentes aos dois tipos de proteínas, com diferenças de tamanhos de
aproximadamente 5 kilodáltons. Neste ensaio também foram adicionadas proteínas
produzidas em E. coli e como visto no ensaio com anti-histidina, a proteína
recombinante C4 presente no extrato apresentou tamanho diferente da proteína
produzida em E. coli.
A expressão protéica nos parasitas transfectados com pTcPR-GFPN foi
avaliada com anticorpo monoclonal anti-GFP, além de anticorpos contra as proteínas
recombinantes (Figura 4.2.6.3). A diferença de tamanho entre as proteínas
recombinantes e as proteínas nativas foi de aproximadamente 30 kilodáltons. A
banda correspondente à proteína recombinante C1 com anti-GFP foi visualizada
somente na membrana, devido à perda de sinal na imagem digitalizada.
93
Figura 4.2.6.2: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN por western blot
com anticorpos contra as proteínas recombinantes. Extratos de 1 x 10
7
células e 0,5 µl de
proteínas recombinantes, produzidas em Escherichia coli, foram analisados com anticorpos contra (1-
3) A1, (4-6) C1 e (7-9) C4. O tempo de revelação para cada canaleta está entre parênteses.
Canaletas 1 = A1 produzida em E. coli (1 min e 30 s), 2 = T. cruzi não transfectado (1 min e 30 s), 3 =
T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN-A1 (1 min e 30 s), 4 = C1 produzida em E. coli (3 min e 30 s),
5 = T. cruzi não transfectado (3 min e 30 s), 6 = T. cruzi transfectado com pTcPR-HisN-C1 (3 min e 30
s), 7 = C4 produzida em E. coli (1 min e 30 s), 8 = T. cruzi não transfectado (1 min e 30 s), 9 = T. cruzi
transfectado com pTcPR-HisN-C4 (1 min e 30 s). As setas em 3, 6 e 9 indicam as proteínas
recombinantes nos extratos. Utilizou-se Bench Mark (Invitrogen) como marcador de peso molecular.
Figura 4.2.6.3: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-GFPN por western blot
com anticorpos contra as proteínas recombinantes e contra GFP. Extratos de 1 x 10
7
células
foram analisados com anticorpos contra A1 (A - 1 e 2), C1 (A – 4 e 5), C4 (A – 6 e 7) e GFP (B). Em
A, canaletas 1, 3 e 5 = T. cruzi não transfectado, 2 = T. cruzi transfectado com pTcPR-GFPN-A1, 4 =
T. cruzi transfectado com pTcPR-GFPN-C1, 6 = T. cruzi transfectado com pTcPR-GFPN-C4. As setas
em 2, 4 e 6 indicam as proteínas recombinantes. Em B, canaletas 1 = T. cruzi não transfectado, 2 = T.
cruzi transfectado com pTcPR-GFPN-A1, 3 = T. cruzi transfectado com pTcPR-GFPN-C1, 4 = T. cruzi
transfectado com pTcPR-GFPN-C4. O tempo de revelação para cada canaleta em A foi igual ao da
Figura 4.2.6.2, em B foi de 4 min (2) e 11 min (1, 3 e 4). Utilizou-se Bench Mark (Invitrogen) como
marcador de peso molecular.
94
A avaliação dos extratos dos parasitas transfectados com pTcPR-CFPN e
pTcPR-YFPN foi feita somente com anticorpos contra as proteínas recombinantes
(Figura 4.2.6.4 e Figura 4.2.6.5). O resultado foi semelhante ao obtido na avaliação
do vetor pTcPR-GFPN, no entanto a intensidade da banda correspondente à
proteína recombinante C1 na Figura 4.2.6.4 foi mais forte. Na Figura 4.2.6.5,
canaleta 5, referente ao extrato do parasita não transfectado incubado com anticorpo
contra C4, foi observada uma banda adicional entre 30 e 40 kilodáltons. Esta banda
pode ser detectada nas outras figuras, utilizando o mesmo extrato e anticorpo, no
entanto, com intensidade mais fraca.
Figura 4.2.6.4: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-CFPN através de
western blot com anticorpos contra as proteínas recombinantes. Extratos de 1 x 10
7
células
foram analisados com anticorpos contra (1 e 2) A1, (4 e 5) C1, (6 e 7) C4. Canaletas 1, 3 e 5 = T.
cruzi não transfectado, 2 = T. cruzi transfectado com pTcPR-CFPN-A1, 4 = T. cruzi transfectado com
pTcPR-CFPN(C1), 6 = T. cruzi transfectado com pTcPR-CFPN(C4). As setas em 2, 4 e 6 indicam as
proteínas recombinantes. O tempo de revelação para cada canaleta foi igual ao da Figura 4.2.6.2.
Utilizou-se Bench Mark (Invitrogen) como marcador de peso molecular.
A expressão protéica nos parasitas transfectados com pTcPR-mycN e pTcPR-
TAPN foi avaliada com anticorpos contra as proteínas recombinantes. No caso de
pTcPR-mycN, também utilizou-se anticorpo monoclonal anti-c-myc (Figura 4.2.6.6 e
Figura 4.2.6.7). A análise com anticorpo anti-c-myc, semelhante à com anti-GFP,
apresentou para a proteína recombinante C1 uma banda com intensidade mais
fraca, comparando-se com as demais proteínas recombinantes.
95
Figura 4.2.6.5: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-YFPN através de
western blot com anticorpos contra as proteínas recombinantes. Extratos de 1 x 10
7
células
foram analisados com anticorpos contra (1 e 2) A1, (4 e 5) C1, (6 e 7) C4. O tempo de revelação para
cada canaleta está entre parênteses. Canaletas 1 = T. cruzi não transfectado (1 min e 30 s), 2 = T.
cruzi transfectado com pTcPR-YFPN-A1 (1 min e 30 s), 3 = T. cruzi não transfectado (8 min e 50 s) 4
= T. cruzi transfectado com pTcPR-YFPN-C1 (8 min e 50 s), 5 = T. cruzi não transfectado (6 min e 20
s) 6 = T. cruzi transfectado com pTcPR-YFPN(C4) (6 min e 20 s). As setas em 2, 4 e 6 indicam as
proteínas recombinantes. Bench Mark (Invitrogen) como marcador de peso molecular.
Figura 4.2.6.6: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN por western blot
com anticorpos contra as proteínas recombinantes e contra c-myc. Extratos de 1 x 10
7
células
foram analisados com anticorpos contra (A - 1 e 2) A1, (A – 4 e 5) C1, (A – 6 e 7) C4 e (B) c-myc. Em
A, canaletas 1, 3 e 5 = T. cruzi não transfectado, 2 = T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN-A1, 4 =
T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN-C1, 6 = T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN-C4. As setas
em 2, 4 e 6 indicam as proteínas recombinantes. Em B, canaletas 1 = T. cruzi não transfectado, 2 = T.
cruzi transfectado com pTcPR-mycN-A1, 3 = T. cruzi transfectado com pTcPR-mycN-C1, 4 = T. cruzi
transfectado com pTcPR-mycN-C4. O tempo de revelação para cada canaleta em A foi igual ao da
Figura 4.2.6.2, em B foi de 6 min (1 e 2) e 12 min (3 e 4). Utilizou-se Bench Mark (Invitrogen) como
marcador de peso molecular.
O ensaio com os extratos dos transfectantes contendo etiqueta TAP tag,
apresentou bandas para as 3 proteínas recombinantes (A1, C1 e C4) (Figura
96
4.2.6.7). Tais bandas possuem tamanhos compatíveis com as proteínas
recombinantes fusionadas com TAP tag.
Figura 4.2.6.7: Análise dos extratos de T. cruzi transfectado com pTcPR-TAPN por western blot
com anticorpos contra as proteínas recombinantes. Extratos de 1 x 10
7
células foram analisados
com anticorpos contra A1 (A - 1 e 2), C1 (A – 4 e 5) e C4 (A – 6 e 7). Canaletas 1, 3 e 5 = T. cruzi não
transfectado, 2 = T. cruzi transfectado com pTcPR-TAPN-A1, 4 = T. cruzi transfectado com pTcPR-
TAPN-C1, 6 = T. cruzi transfectado com pTcPR-TAPN-C4. As setas em 2, 4 e 6 indicam as proteínas
recombinantes. O tempo de revelação para cada canaleta foi igual ao da Figura 4.2.6.2. Utilizou-se
Bench Mark (Invitrogen) como marcador de peso molecular.
Os ensaios de localização celular através das proteínas fluorescentes GFP,
CFP e YFP demonstraram correlação com o padrão de localização obtido com os
anticorpos, para pelo menos duas das três proteínas utilizadas no processo de
validação destes vetores. Além dos parasitas transfectados, também foram utilizados
parasitas não transfectados, servindo como controle negativo (Figura 4.2.6.8).
O gene A1 codifica uma proteína hipotética conservada, a qual possui um
domínio PFAM denominado ALBA (Acetylation Lowers Binding Affinity). Acredita-se
que esta proteína tenha capacidade de ligar-se ao RNA, podendo estar associada
com metabolismo e estabilidade do mesmo (ARAVIND et al., 2003; MARSH et al.,
2005). A localização realizada em outro projeto (PRETI, 2007), obtida com anticorpo,
apresentou um padrão de distribuição pelo citoplasma na forma de grânulos. As
proteínas recombinantes apresentaram um padrão de localização similar (Figura
4.2.6.9).
97
Figura 4.2.6.8: Controle negativo da localização celular, utilizando parasitas não transfectados.
1 = contraste diferencial de fase, 2 = microscopia utilizando os filtros (A) para GFP, (B) CFP, (C) YFP.
Em D utilizou-se anticorpo anti-c-myc.
Figura 4.2.6.9: Localização celular da proteína A1. A = imunofluorescência usando anticorpo anti-
A1, B = GFP, C = CFP, D = YFP e E = imunofluorescência usando anticorpo anti-c-myc. 1 =
sobreposição da imagem 2 com a imagem do contraste diferencial de fase, 2 = detecção da
fluorescência. Em A (vermelho) e E (azul), utilizou-se corante para DNA.
A proteína codificada pelo gene C1 está anotada como sintaxina e possui um
domínio PFAM denominado SNARE. Este domínio possui relação com tráfego de
vesículas dentro da célula. A localização obtida com anticorpo contra esta proteína
demonstrou sua presença numa região próxima ao cinetoplasto, estando entre este
98
e o flagelo. As proteínas recombinantes apresentaram localização divergente, ou
distribuída pelo citoplasma ou posterior ao núcleo (Figura 4.2.6.10).
Figura 4.2.6.10: Localização celular da proteína C1. A = imunofluorescência usando anticorpo anti-
C1, B = GFP, C = CFP, D = YFP e E = imunofluorescência usando anticorpo anti-c-myc. 1 =
sobreposição da imagem 2 com a imagem do contraste diferencial de fase, 2 = detecção da
fluorescência. Em A (vermelho) e E (azul), utilizou-se corante para DNA.
A terceira proteína utilizada na validação, codificada pelo gene C4, apresenta
três domínios denominados EF-hand, sendo uma suposta centrina. As centrinas são
proteínas pertencentes à grande família das proteínas ligadoras de cálcio e fazem
parte do centrossomo, que está associado aos centríolos. Na imunofluorescência,
apresentou co-localização com o cinetoplasto. Um resultado aparentemente similar
foi encontrado na localização das proteínas recombinantes (Figura 4.2.6.11).
As localizações por imunofluorescência com anticorpo anti-c-myc foram mais
evidentes apenas para a proteína codificada pelo gene A1, onde a localização foi
similar à obtida com anticorpo contra a proteína recombinante (Figura 4.2.6.9). As
outras duas proteínas utilizadas na validação foram fracamente detectadas,
sugerindo talvez uma questão de baixo sinal, relacionada à disponibilidade de
epítopos.
99
Figura 4.2.6.11: Localização celular da proteína C4. A = imunofluorescência usando anticorpo anti-
C4, B = GFP, C = CFP, D = YFP e E = imunofluorescência usando anticorpo anti-c-myc. 1 =
sobreposição da imagem 2 com a imagem do contraste diferencial de fase, 2 = detecção da
fluorescência. Em A (vermelho) e E (azul), utilizou-se corante para DNA.
4.2.7 Purificação de Complexos Protéicos (TAP tag) e Proteínas
Contendo Cauda de Histidinas
A validação do vetor pTcPR-TAPN foi feita utilizando-se os genes A1 e C4.
Os extratos obtidos em condições não desnaturantes foram purificados
seqüencialmente em duas colunas. Os eluídos contendo os complexos protéicos
foram concentrados e avaliados por SDS-PAGE. Na Figura 4.2.7.1, foi possível
observar padrões eletroforéticos distintos entre os eluídos, sugerindo a presença de
proteínas específicas para os complexos analisados.
Figura 4.2.7.1: Avaliação dos complexos protéicos eluídos após purificação por TAP tag. 20 µl
dos concentrados dos eluídos foram submetidos a SDS-PAGE, posteriormente corado por prata.
Canaletas 1 = Bench Mark (Invitrogen), 2 = eluído correspondente ao parasita transfectado com
pTcPR-TAPN-A1, 3 = eluído correspondente ao parasita transfectado com pTcPR-TAPN-C4.
100
A purificação protéica por IMAC foi realizada somente para a proteína A1.
Com os resultados obtidos não foi possível a detecção da proteína no eluído. Este
ensaio deverá ser otimizado, trabalhando-se com o número de células utilizadas, a
quantidade de resina e os diferentes protocolos para eluição.
101
5 DISCUSSÃO
Informações crescentes sobre as seqüências gênicas de diferentes
organismos, com a execução de projetos de seqüenciamento de genomas, marcam
uma nova era na pesquisa biológica. Ferramentas têm sido desenvolvidas para
permitir tanto a manipulação da nova informação gerada quanto para permitir a
avaliação funcional deste conjunto de dados genômicos disponibilizados. Graças a
este conjunto de ferramentas, torna-se possível investigar uma célula pelo conjunto
de genes expressos frente a uma condição em particular. Assim, é possível
identificar os genes que são expressos ou reprimidos em determinadas situações
biológicas, fazendo com que o estudo dos fenômenos biológicos seja possível de ser
feito de forma global.
Entre as ferramentas desenvolvidas nos últimos anos, estão os microarranjos
(biochips) de DNA (SCHENA et al., 1995). O Instituto de Biologia Molecular do
Paraná (IBMP) trabalha com microarranjos de DNA desde o ano 2000 e a versão
atual do biochip conta com aproximadamente 10.000 sondas. Com este recurso, o
IBMP emprega esforços na seleção de genes diferencialmente expressos nos
processos de diferenciação do T. cruzi, sendo estes candidatos a serem estudados.
Uma importante forma para o estudo de genes é a caracterização por
genética reversa, que utiliza ferramentas, tais como plasmídeos, cosmídeos e
cromossomos artificiais (BACs ou YACs). Neste trabalho foram desenvolvidos
vetores que permitem a rápida e eficiente clonagem para expressão protéica nos
tripanossomatídeos Crithidia fasciculata e Trypanosoma cruzi.
Estas construções são formadas por elementos, tais como promotores,
regiões intergênicas e resistências a antibióticos. Na escolha destes elementos,
alguns fatores foram levados em conta. Iniciando-se pela avaliação dos promotores
disponíveis, pode-se considerar que em tripanossomatídeos poucos promotores
foram caracterizados (VANHAMME e PAYS, 1995). Dentre estes, estão os
promotores para as glicoproteínas variantes de superfície (VSGs) e prociclinas em T.
brucei e para a seqüência líder e RNA ribossomal em T. cruzi (SHEA et al., 1987;
MCCARTHY-BURKE et al. 1989; CLAYTON et al., 1990; TYLER-CROSS et al.,
1995).
102
A ocorrência independente do capeamento e da transcrição de mRNAs em
tripanossomatídeos torna possível a transcrição de genes codificadores de proteínas
por promotores para RNA Polimerase I (RUDENKO et al. 1991; ZOMERDIJK et al.,
1991; SHERMAN et al., 1991; RUDENKO et al. 1992; BROWN et al., 1992; JANZ e
CLAYTON, 1994). Isto permite a utilização de promotores ribossomais em vetores
para expressão protéica nestes organismos (TYLER-CROSS et al., 1995;
BIEBINGER & CLAYTON, 1996; MARTÍNEZ-CALVILLO et al., 1997).
Os promotores para RNA ribossomal têm demonstrado serem espécie-
específicos para vários eucariotos (GRUMMT et al., 1982; MISHIMA et al., 1982;
LEARNED et al., 1985; BELL et al., 1990). Além disso, em ensaios de transfecção
em T. cruzi com vetor carregando este promotor, foi observada a existência de
especificidade intra-espécie (NUNES et al., 1997).
Outro promotor comumente empregado em vetores é o do bacteriófago T7,
que também tem sido usado em vetores para tripanossomatídeos (WIRTZ et al.,
1994; 1998; 1999; WEN et al., 2001). Este promotor pode ser combinado com
operadores bacterianos, a fim de possibilitar a regulação da expressão gênica pela
T7 RNA Polimerase (T7RNP). Em T. cruzi, o uso deste sistema tem demonstrado
aumento de mais de 100 vezes no nível do mRNA analisado e o nível de expressão
gênica basal na ausência de indução apresentou-se baixo (TAYLOR & KELLY,
2006).
Entre as possibilidades de aplicação da expressão gênica regulada, estão as
situações experimentais onde a expressão de produtos gênicos tóxicos é bastante
informativa. Pode-se citar como exemplos a expressão dominante negativa de
subunidades inativas de complexos protéicos. Outras situações que requerem o uso
de expressão gênica regulada são os casos onde a expressão de um produto gênico
é inapropriada em determinado estágio do ciclo de vida, ou quando a super
expressão não é requerida, nos casos de genes pouco expressos na célula
(BIEBINGER et al., 1997).
Diante dos dados apresentados, foram escolhidos os promotores do
bacteriófago T7 e ribossomal 18S de T. cruzi clone Dm28c para as construções aqui
demonstradas. Embora freqüentemente utilizada em tripanossomatídeos, a
expressão exógena regulada tem sido pouco empregada em Crithidia fasciculata. O
sistema para C. fasciculata apresentado neste trabalho é baseado em vetores já
descritos, nos quais a expressão gênica ocorre sem a presença de promotor
103
(TETAUD et al., 2002). A fim de incrementar este sistema, foi utilizada a transcrição
dirigida por T7RNP, combinando a utilização concomitante de dois vetores. Um
deles expressando a T7RNP (pNUS-T7N) e outro contendo o gene de interesse sob
controle do promotor T7 (pNUS-PT7-RfAH). Este sistema ainda não apresenta a
possibilidade de regulação da expressão gênica, pois, apesar de possuir 3 cópias do
operador de tetraciclina imediatamente após o promotor T7, ainda não foi introduzido
o repressor de tetraciclina. Este se liga ao operador prevenindo a ligação da T7RNP.
Este sistema combinando promotor T7 e operador de tetraciclina também foi
utilizado na construção de um dos vetores para T. cruzi (pTcPT7-HisN), mas ainda
não conta com a expressão do repressor de tetraciclina e da T7RNP. Os outros
vetores construídos, pTcPR-HisN e seus derivados, apresentam o promotor
ribossomal 18S de T. cruzi clone Dm28c.
Outro elemento bastante importante empregado em vetores são as regiões
que fornecem sinal para o processamento do RNA transcrito. Tais regiões de
eucariotos superiores não são funcionais em tripanossomatídeos. O processamento
e a expressão são mais eficientes quando são empregados segmentos 5’ e 3’ de
espécies homólogas (CLAYTON, 2000). Nas construções dos vetores para T. cruzi
foram empregados segmentos contendo sinal para trans-splicing e poliadenilação,
denominados de regiões intergênicas (RIs). As RIs usadas nos vetores para T. cruzi
pertencem à região genômica dos genes de ubiquitina de T. cruzi, sendo descritas
por SWINDLE et al. (1988). A denominação 35.1 para as RIs utilizadas aqui segue a
designação feita para um clone contendo a região codificadora do gene de
ubiquitina, isolado de uma biblioteca de cDNA (MCCARTHY-BURKE et al., 1989).
Estas regiões, por conterem os sinais necessários para o processamento do RNA
transcrito e por serem pequenas (278 pares de bases), têm sido utilizadas em
vetores para tripanossomatídeos (WEN et al., 2001).
Os vetores pNUS-T7N e pNUS-PT7-RfAH possuem regiões intergênicas do
gene fosfoglicerato quinase (PGK) A e B e do gene glutationilespermidine sintetase
(GspS) (SWINKELS et al., 1988; TETAUD et al., 1998). Essas regiões intergênicas
permitem o processamento dos RNAs transcritos a partir dos genes clonados nestes
vetores (TETAUD et al., 2002).
Após a determinação das RIs a serem utilizadas, foram avaliadas as
modalidades de antibióticos para seleção dos transfectantes. Dentre as modalidades
existentes está a classe dos antibióticos aminoglicosídeos. Estes antibióticos são
104
inibidores bem caracterizados do crescimento e da síntese protéica em procariotos e
eucariotos (VAZQUEZ, 1978). Exemplos desta classe são geneticina (G418),
higromicina, paromicina e kanamicina. Levando em consideração a estratégia de
utilização concomitante de pelo menos dois vetores, os antibióticos a serem
escolhidos deveriam apresentar mecanismos de ação distintos. Isto pode ser
observado em relação aos antibióticos G418 e higromicina, que interferem na
síntese protéica de eucariotos em diferentes etapas da tradução (EUSTICE &
WILHELM, 1984). Isto favoreceu a escolha das resistências a estes dois antibióticos
como elementos de seleção. Outro antibiótico com potencialidade de uso
concomitante, pertencente à família bleomicina/fleomicina, é a zeocina, cujo
mecanismo de ação envolve clivagem de DNA.
Os elementos descritos foram organizados em cassetes, os quais foram
sinteticamente produzidos. Após as clonagens destes cassetes e do cassete RfA de
conversão para o sistema Gateway® nos plasmídeos base, realizou-se as análises
para validação dos vetores. O processo de validação destes vetores inclui a
caracterização molecular, detecção da expressão protéica, ensaios de localização
celular e obtenção de complexos protéicos purificados. Para isso, três genes de T.
cruzi, previamente inseridos na plataforma Gateway®, foram utilizados. A seleção de
populações resistentes ocorreu num intervalo entre 11 e 24 dias, sendo
normalmente mais rápida para C. fasciculata. Algumas explicações para isso seriam
o tempo menor para divisão celular em C. fasciculata, permitindo a multiplicação
mais rápida da população celular resistente e/ou a presença maior em T. cruzi de
resistência natural ao antibiótico.
A caracterização molecular prévia do vetor para C. fasciculata pNUS-H1
(pNUS-HcH sem os sítios de clonagem), feita por TETAUD et al. (2002), não
detectou integração cromossômica no parasita. A caracterização molecular do vetor
pNUS-T7N demonstrou a presença de formas plasmidiais epissomais no parasita.
Os dados de Southern blot detectaram a forma linear do vetor pNUS-T7N, após
digestão do DNA do parasita (Figura 4.1.5.2). No entanto, sem a digestão do DNA,
não foi evidenciada migração das moléculas do vetor como cópias únicas circulares.
Ao invés disso foram detectadas bandas que co-migraram com DNA genômico de
alto peso molecular (Figura 4.1.5.2). Isto tem sido observado na caracterização de
outros vetores, incluindo pNUS-H1, onde as moléculas parecem formar grandes
105
concatâmeros (KELLY et al., 1992; BIEBINGER & CLAYTON, 1996, TETAUD et al.,
2002).
Outros dados sobre a caracterização molecular do vetor pNUS-T7N foram
obtidos com a recuperação deste em bactéria. Foi possível isolar plasmídeos com
tamanhos compatíveis com o vetor em questão, apesar da presença de plasmídeos
com tamanhos variados. O seqüenciamento destes plasmídeos com tamanhos
variados pode auxiliar na determinação da origem desta ocorrência. Além dos
ensaios citados, reações de PCR sugerem a manutenção da estrutura do vetor
pNUS-T7N, com a amplificação de alguns cassetes componentes deste vetor (Figura
4.1.5.3). Esta estratégia não obteve sucesso na avaliação de pNUS-PT7-RfAH. A
caracterização molecular completa do sistema depende de avaliações envolvendo o
vetor pNUS-PT7-RfAH.
As tentativas iniciais de caracterização molecular do sistema para T. cruzi,
através de Southern blot, não foram conclusivas. Uma estratégia similar à descrita,
através de reações de PCR, foi então usada (Figura 4.2.5.1 e Figura 4.2.5.2). Com
exceção do vetor pTcPT7-HisN, todos os outros vetores, contendo as diferentes
etiquetas e o gene A1 de T. cruzi clonado, foram avaliados. Uma análise global dos
resultados destas PCRs sugere a manutenção da estrutura dos vetores após
transfecção em T. cruzi. Os dados obtidos aqui não fornecem base para discussão
sobre a possibilidade de integração, no entanto, é importante salientar alguns dados
existentes na literatura. Em construções utilizando promotor ribossomal de T. cruzi,
realizadas em outros trabalhos, foi observada integração cromossômica dos vetores
no locus ribossomal, através de recombinação (MARTÍNEZ-CALVILLO et al., 1997;
VAZQUEZ & LEVIN, 1999; LORENZI et al., 2003). Igualmente ao sistema para C.
fasciculata, análises adicionais como Southern blot, eletroforese em gel de campo
pulsado (PFGE), entre outras, são necessárias para a completa caracterização
molecular deste sistema.
O passo seguinte no processo de validação foi a detecção da expressão
protéica. Em C. fasciculata, o sistema foi avaliado na presença e ausência da
T7RNP. Na avaliação dos extratos dos parasitas por SDS-PAGE não foram
evidenciadas diferenças, comparando-se os parasitas transfectados com os não
transfectados. A detecção da expressão foi então realizada por western blot
utilizando anticorpos contra as diversas etiquetas e contra as proteínas utilizadas na
validação. Dos 24 extratos analisados, em 22 foi possível a detecção da proteína
106
recombinante, com pelo menos um dos anticorpos utilizados. As únicas exceções
foram os produtos do gene C4 de T. cruzi em C. fasciculata.
Concomitantemente à detecção das proteínas, foram realizados ensaios de
localização celular em T. cruzi através da fusão N-terminal com o epítopo c-myc e
com as proteínas fluorescentes GFP, CFP e YFP. As localizações das proteínas
recombinantes foram comparadas aos padrões de localização das proteínas nativas,
obtidos por imunofluorescência com anticorpos contra estas proteínas. Os resultados
foram satisfatórios em 2 das 3 localizações realizadas. A proteína, cuja localização
não corroborou os dados obtidos com anticorpos, tem função suposta de sintaxina.
Nos ensaios com esta proteína contendo as etiquetas GFP, CFP, YFP e c-myc,
detectou-se poucas células emitindo fluorescência. A sua localização através das
etiquetas indicou distribuição inespecífica pelo citoplasma ou concentração na região
posterior da célula (Figura 4.2.6.10). No entanto, a imunofluorescência com
anticorpo localizou esta proteína na região entre o flagelo e o cinetoplasto,
corroborando o seu possível envolvimento no tráfego vesicular.
A possibilidade de obtenção de localização celular incorreta para algumas
proteínas vem sendo alvo de debate há vários anos. Alguns trabalhos têm
demonstrado localização incorreta a partir de fusão com proteínas fluorescentes
(SIMPSON et al., 2000; KUMAR et al., 2002; MATSUYAMA et al., 2006). Etiquetas
repórteres rotineiramente são fusionadas N- ou C-terminal a genes alvos. Esta
escolha pode ser crítica na obtenção de dados corretos de localização (KUMAR et
al., 2002). Por exemplo, sinais de endereçamento organela-específicos para
mitocôndria e núcleo estão freqüentemente localizados na porção N-terminal
(SILVER, 1991, apud: KUMAR et al., 2002). Um estudo empregando proteínas
fluorescentes demonstrou localização correta para cinco proteínas mitocondriais
humanas apenas para as construções contendo fusão C-terminal. As construções
com fusão N-terminal indicaram localização citosólica ou nuclear (SIMPSON et al.,
2000). Além disso, dados incorretos de localização podem estar associados ao alto
nível de expressão protéica (MATSUYAMA et al., 2006).
Diante dos dados descritos, fica clara a necessidade da flexibilidade na fusão
de genes com etiquetas para localização. Recentemente, vários projetos de
ORFeoma produziram clones que permitem fusão N- ou C-terminal de etiquetas
(LABAER et al., 2004). Apesar da possibilidade da obtenção de dados incorretos, a
localização celular por proteínas fluorescentes é uma importante técnica, podendo
107
ser empregada nos estudos em larga escala. Num estudo envolvendo a localização
celular de 100 proteínas humanas através de etiquetas fluorescentes, para os
cDNAs onde as análises bioinformáticas foram capazes de predizer a suposta
identidade, os dados de localização das proteínas corroboraram tais predições em
75% dos casos (SIMPSON et al., 2000). Além disso, a integração de outros dados,
como por exemplo os de interações protéicas por análises de duplo-híbrido e TAP
tag, pode fornecer maior acurácia na caracterização de genes. Outro dado obtido
aqui nos ensaios de localização diz respeito ao fraco sinal observado para o epítopo
c-myc. Apenas a proteína A1 foi claramente detectada, apesar dos ensaios de
western blot demonstrarem a presença das outras duas proteínas recombinantes.
Uma estratégia para aumentar o sinal emitido é a utilização de várias cópias do
epítopo, fornecendo sítio de ligação para mais moléculas de anticorpo.
O último ensaio para validação do sistema envolveu a purificação de
complexos protéicos por TAP tag. Esta metodologia possui aplicação similar à
analise por duplo-híbrido. Uma vantagem sobre tal sistema é a possibilidade da
detecção de interações diretas e indiretas em um único experimento (RIGAUT et al.,
1999). Além disso, também permite o isolamento de complexos protéicos a partir dos
seus ambientes nativos. Alguns problemas podem ser encontrados no uso do TAP
tag, tais como a exposição insuficiente da etiqueta a fim de permitir a ligação aos
grânulos de afinidade, a alteração da função protéica pela fusão com a etiqueta e,
apesar de bastante incomum, a presença de sítios para TEV nas proteínas do
complexo alvo (PUIG et al., 2001). Aqui neste trabalho, foram obtidos complexos
protéicos distintos, analisados por SDS-PAGE, para duas proteínas de T. cruzi. A
ocorrência de proteínas com padrões eletroforéticos distintos entre as duas análises
sugere a presença de proteínas específicas em cada complexo. Uma validação mais
abrangente do sistema pode ser alcançada empregando-se espectrometria de
massa e comparação com dados obtidos por outras metodologias, como
imunoprecipitação e duplo-híbrido.
Após os procedimentos para validação do sistema, algumas considerações
podem ser feitas a respeito desta plataforma. A tentativa de isolamento de uma
população clonal, a partir do cultivo de C. fasciculata em meio sólido, não
apresentou dados relevantes, pois não foram realizados ensaios comparando a
expressão gênica entre as populações pré e pós-isolamento. Os níveis de expressão
gênica observados em C. fasciculata não apresentaram diferença na presença ou
108
ausência da T7RNP, nos ensaios por western blot. A esta constatação, podem ser
adicionadas algumas observações: (i) no seqüenciamento do clone pNUS-T7N,
detectou-se a mutação de um nucleotídeo, resultando na alteração de um
aminoácido da T7RNP. (ii) a análise por northern blot detectou transcrição da
T7RNP em C. fasciculata. (iii) não foram realizados ensaios para detecção da
expressão da T7RNP em C. fasciculata.
As evidências apresentadas apoiam as seguintes hipóteses excludentes em
relação ao sistema: (a) a expressão protéica da T7RNP não está ocorrendo. (b)
ocorreu a perda de função da T7RNP, devido à mutação observada aqui neste
trabalho. (c) a transcrição dirigida por T7RNP está sendo regulada pós-
transcricionalmente.
Numa avaliação da hipótese (b), analisando-se dados sobre os mecanismos
moleculares da T7RNP, obtidos com experimentos de mutagênese (Revistos por
KOCHETKOV et al., 1998), não se observou relato sobre a mutação encontrada na
T7RNP do clone pNUS-T7N. Para a determinação da hipótese correta são
necessários ensaios adicionais, permitindo a detecção da T7RNP e a quantificação
dos mRNAs referentes às regiões codificadoras testadas neste sistema na presença
e ausência da T7RNP.
Em T. cruzi, os níveis de expressão observados por western blot foram
variáveis entre as proteínas e as etiquetas avaliadas. Além disso, diferentes
intensidades de fluorescência foram observadas entre as células e também entre as
proteínas avaliadas. Diferenças nos níveis de expressão entre indivíduos
pertencentes a uma mesma população têm sido alvo de estudos. Trabalhos
demonstram este fato como uma característica inerente ao processo de regulação
gênica em eucariotos (MCADAMS & ARKIN, 1997). Apesar destes dados, a
eficiência dos processos de seleção dos parasitas transfectantes deve ser melhor
avaliada. Em relação aos baixos níveis de expressão, verificados principalmente
para o gene C1 de T. cruzi, uma explicação seria a presença marcante do controle
pós-transcricional em T. cruzi, associada à natureza das proteínas analisadas. Uma
das estratégias para tentar otimizar a expressão gênica através de vetores é a
utilização de diferentes elementos visando aumentar a estabilidade do mRNA na
célula. Um exemplo são as regiões 3’ não traduzidas (3’UTRs) dos mRNAs, cujo
papel na regulação pós-transcricional das VSGs foi demonstrado em T. brucei
(BERBEROF et al., 1995).
109
Uma característica marcante de todos os vetores aqui apresentados é a
facilidade de clonagem, resultante da conversão destes para a plataforma Gateway®
(Invitrogen). Diversos trabalhos têm utilizado tal plataforma em projetos de clonagem
em larga escala para vários organismos, como os projetos de ORFeoma (PARRISH
et al., 2004; GELPERIN et al., 2005; MATSUYAMA et al., 2006; LAMESCH et al.,
2007). Tais projetos, além da construção do ORFeoma, empregam esforços na
obtenção de sistemas para caracterizações gênicas em larga escala, sendo que os
vetores de destinação contendo aplicabilidades distintas fazem parte destes
sistemas. O sistema apresentado aqui fornece características importantes, não
observadas em grande parte das construções existentes. Além das vantagens já
descritas do sistema Gateway® em relação às clonagens tradicionais, outros
aspectos merecem destaque neste sistema. Um destes aspectos é a plasticidade
oferecida, através da possibilidade de substituição de todos os elementos
componentes dos vetores, principalmente observada nos vetores para T. cruzi.
Dentro desta característica, diferentes regiões intergênicas contendo elementos
reguladores, etiquetas e resistências a antibióticos podem ser avaliadas, não
descartando a hipótese de utilização de cassetes Gateway® adicionais, outros RfAs
por exemplo, para tal finalidade.
Outra característica é relacionada à estabilidade do sistema utilizado em
Trypanosoma cruzi, a qual vem sendo testada. Níveis de expressão gênica foram
detectados durante pelo menos dois meses na ausência de antibiótico. Outro
aspecto relevante do sistema é a possibilidade da expressão heteróloga de
proteínas de T. cruzi em C. fasciculata, que além de não ser patogênico para
humanos, representa um importante modelo nos estudos envolvendo
tripanossomatídeos.
Finalizando o conjunto de características, o processo de validação utilizado
aqui emprega a utilização de genes de T. cruzi, o que fornece dados reais sobre as
vantagens do sistema, mas principalmente demonstra os pontos que ainda são alvo
de melhorias. Em vários trabalhos, as aplicabilidades dos vetores são demonstradas
apenas como projetos pilotos, utilizando genes repórteres na avaliação do sistema.
Algumas etapas ainda são necessárias na construção dos sistemas
apresentados neste trabalho, como a conclusão do processo de validação, o
estabelecimento de linhagens de T. cruzi e C. fasciculata expressando ambos
T7RNP e repressor de tetraciclina e a avaliação dos transcritos gerados.
110
6 CONCLUSÃO
Este trabalho apresentou o desenvolvimento de um sistema para análise por
genética reversa, através da construção de vetores para expressão protéica em
tripanossomatídeos. Estes vetores foram caracterizados utilizando genes de
Trypanosoma cruzi, através das diferentes fusões proporcionadas pelo sistema,
possibilitando a detecção das proteínas recombinantes, suas localizações celulares,
bem como a purificação de complexos protéicos. Estes dados demonstraram a
funcionalidade dos vetores, que, com a utilização da plataforma Gateway® de
clonagem (Invitrogen), constituem importantes ferramentas de grande utilidade na
caracterização de genes de Trypanosoma cruzi.
As perspectivas deste trabalho estão concentradas na adaptação e
plasticidade dos vetores, de modo a permitir: fusões C-terminal, utilização em outros
tripanossomatídeos, otimização da expressão gênica através da troca das regiões
intergênicas, ensaios de co-transfecção, incremento do sinal obtido com o epítopo c-
myc, utilização de outras etiquetas que permitam métodos eficientes de purificação
protéica, entre outros.
Tabela 6.1: Progresso na construção e caracterização dos vetores.
1 = construção, 2 = seqüenciamento, 3 = caracterização molecular, 4 = western blot, 5 = localização
celular de proteínas, 6 = purificação de complexos protéicos, 7 = purificação protéica.
111
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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