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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO
ESCOLA DE ENGENHARIA DE SÃO CARLOS
JORGE LUIS RODRIGUES PANTOJA FILHO
AVALIAÇÃO DA UTILIZAÇÃO DE DIFERENTES MATERIAIS SUPORTE NA
BIOFILTRAÇÃO DE SULFETO DE HIDROGÊNIO
São Carlos - SP
2008
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JORGE LUIS RODRIGUES PANTOJA FILHO
AVALIAÇÃO DA UTILIZAÇÃO DE DIFERENTES MATERIAIS SUPORTE NA
BIOFILTRAÇÃO DE SULFETO DE HIDROGÊNIO
Dissertação apresentada à Escola de Engenharia
de São Carlos, da Universidade de São Paulo,
como parte dos requisitos necessários à obtenção
do título de Mestre em Engenharia.
Área de Concentração: Hidráulica e Saneamento
Orientador: Prof. Dr. Edson Luiz Silva
São Carlos - SP
2008
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DEDICATÓRIA
Aos meus pais e grandes mestres da vida: Jorge
e Sirlei Pantoja. Aos meus irmãos: Joelma,
Jordan e Joyce.
In memoriam: Vó Sebastiana.
Obrigado pelo incentivo, compreensão e amor.
Amo todos vocês!
AGRADECIMENTOS
A Deus. Mesmo sendo uma pessoa extremamente racional, sempre me deparo diante
do transcendental, que, constantemente, está imerso no mais profundo de mim. E é
por não ter noção de toda essa grandiosidade, que não posso ter outra atitude a não
ser a da mais profunda reverência.
À minha família: meus pais, Jorge e Sirlei Pantoja, pelo carinho demonstrado durante
todo o percurso de uma vida. Meus irmãos, Jordan, Joelma e Joyce Pantoja, por todos
esses anos de consideração e respeito. Muito obrigado.
Ao professor e orientador Edson Luiz Silva, pelo aprendizado e pela preciosa
oportunidade de trabalhar numa pesquisa relevante, o que contribuiu sobremaneira
para a solidificação da minha formação profissional.
Aos professores do Departamento de Hidráulica e Saneamento, em particular aos
professores Marcelo Zaiat, Eugenio Foresti, Marco Reali, José Roberto Campos, José
Alberto Rodrigues, Harry Schulz e Jurandyr Povinelli.
Ao Departamento de Hidráulica e Saneamento da Escola de Engenharia de São
Carlos da Universidade de São Paulo e demais professores pela preocupação
constante com o avanço tecnológico brasileiro e ensino de qualidade. Também pela
oportunidade de participar do Seminário Temático.
À Tininha, Kátia e Heloísa pelas análises microbiológicas.
À Pavi, Sá e Rose, pelos serviços prestados durante o curso de mestrado.
Ao Departamento de Engenharia Química da Universidade Federal de São Carlos.
À todos do Laboratório de Controle Ambiental 2, que conviveram e compartilharam
comigo uma etapa de vida tão importante:
- ao Alexandre, pelas dicas e a ajuda na montagem do sistema de biofiltração;
- um mais do que especial agradecimento à Gessia, à Laura, à Sylvia, ao Eduardo, à
Aruana e ao Gilberto, pessoas com as quais eu gostaria sempre de manter contato.
Foi uma grande satisfação para esse reles ser amazônico ter convivido tão
intensamente com pessoas tão especiais, cada uma ao seu modo. Por tudo, foi uma
honra!
Ao “mão-santa”, que responde pelo nome de Oscar, pela confecção dos reatores e
pelo sempre prestimoso auxílio nas horas complicadas.
Ao Instituto de Física de São Carlos, representado aqui pela pessoa do Sr. Nelson Gallo,
pelas análises de microscopia eletrônica de varredura e de EDX.
Aos Professores Deovaldo de Moraes Júnior e José Alberto Rodrigues por terem sido
membros da banca avaliadora deste trabalho.
À todos os meus colegas de mestrado, em especial aos Engenheiros Guilherme
Peixoto, Ricardo Polisaitis e Gustavo Mockaitis. “Força e Honra!”.
À todos os pesquisadores que trabalham com o tão fascinante campo da
biorremoção de compostos tóxicos e/ou odorosos, fica o meu respeito.
À todos os professores que contribuíram para a minha formação, desde o longínquo
maternal até hoje.
À todas as pessoas que contribuem para o arcabouço intelectual da humanidade e
nos legam o seu mais precioso patrimônio: suas idéias!
À Mozart, Chopin, Beethoven, Tchaikovsky, Schubert, Mahler, Rossini, Wagner,
Schumann, Dvorák, dentre tantos outros grandes gênios, cujas canções embalavam
minhas solitárias noites nas quais as respostas teimavam em não aparecer.
À CAPES, pela bolsa de mestrado concedida e à FAPESP, por financiar o projeto
temático.
NAIVETY
Now look at me!
My naivety
And strange location
Take incredible priority
over some kind of... reputation!
Now look at us!
That’s our second step
Our great inspiration
All those lights went out
over some kind of... imagination!
Look at the mirror, the lines are dancing
Look up at night, it's growing faceless
Find a way, the special service
Keep it down, keep it harmless
Fight the fire, the stars are jumping
Start that heart, it's not about loneliness
Like a spy... in the fire, from the secret service
Keep it down, cure your blindness
Just keep it round, just keep it harmless
Yeah, your naivety does not find out the secret rival
Just keep hearing (any sound!)
It’s strange, but everything is slowly turning around
Do not run like me!
Oh, no! You’re laughing at the situation!!!
Keep it in secret...
Mission complete!
[Jorge L. R. Pantoja Filho (01/02/2005)]
RESUMO
PANTOJA FILHO, J. L. R. Avaliação da utilização de diferentes materiais suporte na
biofiltração de sulfeto de hidrogênio. Dissertação (Mestrado) - Escola de Engenharia
de São Carlos, Departamento de Hidráulica e Saneamento, Universidade de São
Paulo, São Carlos, 2008.
O sulfeto de hidrogênio é um gás que pode causar os mais diversos danos se lançado
ao meio ambiente devido, principalmente, à sua elevada toxicidade, corrosividade,
odores indesejáveis e alta demanda de oxigênio. Atualmente existem diferentes
processos físico-químicos estabelecidos para o tratamento desse composto,
entretanto são consideradas técnicas onerosas do ponto de vista econômico-
ambiental. Os processos biológicos constituem-se como uma alternativa bastante
interessante quando comparados aos processos físico-químicos, sendo que a
biofiltração é o processo mais amplamente utilizado. Neste trabalho foram avaliados
três tipos diferentes de materiais suporte, sendo um sintético - espuma de poliuretano -
e dois orgânicos - fibra de côco e bagaço de cana -, para a biofiltração de uma
mistura gasosa contendo H
2
S. Como inóculo, optou-se pela utilização de cultura mista
originária de duas fontes: a) unidade de biofiltro aerado submerso pertencente ao
Serviço Autônomo de Água e Esgoto da Cidade de São Carlos, b) unidade de lodos
ativados pertencente a São Carlos S/A - Indústria de Papel e Celulose. A adaptação
do inóculo foi realizada em meio nutriente específico. Foi observado um período de
partida de somente 2 dias nos três sistemas. Com o intuito de avaliar o impacto do
aumento progressivo das taxas de carregamento mássico no desempenho dos três
biofiltros, os mesmos foram submetidos a taxas de 19, 32, 54 e 70 g/m³.h
(concentrações afluentes médias de 184, 328, 526 e 644 ppm para tempo de retenção
do gás de, aproximadamente, 50 segundos). As eficiências remoção média em todos
os sistemas mantiveram-se sempre acima dos 99,3%. A capacidade eliminação
máxima alcançada pelos biofiltros oscilou entre 74 e 80 g/m³.h. As perdas de carga
verificadas no ensaio hidrodinâmico foram baixas, variando entre 0,59.10
-2
a 0,68 10
-2
mca, para a velocidade superficial utilizada durante o estudo. O modelo matemático
empregado na previsão do desempenho dos sistemas ajustou-se bem aos dados
experimentais. Portanto, pode-se concluir que os materiais suportes testados são
adequados para a biofiltração de sulfeto de hidrogênio.
Palavras-chave: Tratamento de gases. Biofiltração. Sulfeto de Hidrogênio. Biogás.
Material suporte.
ABSTRACT
PANTOJA FILHO, J. L. R. Utilization of different packing materials in the hydrogen sulfide
biofiltration. Dissertation (Master of Engineering) – São Carlos School of Engineering,
Department of Hydraulics and Sanitation, University of São Paulo, São Carlos, 2008.
Hydrogen sulfide is a gas which has high restrictions regarding to its disposal in the
environment, mainly, because of its high toxicity, malodors, high oxygen demand, etc.
Currently, there are many different physical-chemical processes established in order to
treat this compound, nevertheless they are considered expensive techniques by the
point of economical and environmental views. Biological processes are very interesting
alternatives when they are compared to the physical-chemical ones, and biofiltration is
the most used process. In this work, three different materials as support media were
evaluated, - a synthetic one – represented by the polyurethane foam, - two organic
ones - represented by coconut fiber and sugar bagasse -, for a biofiltration of a
gaseous mixture containing H
2
S. Microorganisms were obtained from two sources: a)
submerged aerated biofilter unit, b) activated sludge unit. Inoculum’s adaptation was
realized in specific nutrient media. It was observed a 2 days start-up period in the three
systems. In order to evaluate some impact caused by the progressive increasing of
mass loading rate on the biofilters performance, were applied rates of 19, 32, 54 e 70
g.m
-
³h
-1
(average influent concentrations of 184, 328, 526 e 644 ppm to the empty bed
retention time of, approximately, 50 seconds). Average removal efficiencies in the
systems were always above 99,3%. Maximum elimination capacities reached by the
biofilters were in the range of 74 e 80 g.m
-
³.h
-1
. Loss pressure verified by the hands of
hydrodynamic essays varied between 0,59.10
-2
a 0,68 10
-2
mca, to a superficial velocity
utilized during the work. Mathematical model used to predict the performance of the
systems fitted reasonably the experimental data. Then, it can be concluded that the
three packing materials are appropriated for the hydrogen sulfide biofiltration.
Keywords: Gas treatment. Biofiltration. Hydrogen sulfide. Biogas. Packing material.
iii
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 3.1: Ciclo global de enxofre ..................................................................................................06
Figura 3.2: Ciclo biológico do enxofre .............................................................................................08
Figura 3.3: Esquema dos sistemas mais comuns de tratamento biológico de gases ................17
Figura 3.4: Ampliação do leito do biofiltro e visualização do biofilme ........................................22
Figura 3.5: Capacidade de eliminação típica versus carga aplicada .......................................31
Figura 3.6: Três situações para a expressão cinética considerada por Ottengraf e Van de
Oever (1983).........................................................................................................................................36
Figura 3.7: Modelo biofísico de penetração do substrato ............................................................36
Figura 3.8: Previsão do processo de biofiltração de acordo como o modelo semi-empírico
baseado no modelo de Ottengraf e Van de Oever .....................................................................38
Figura 4.1: Etapa de adaptação das culturas ................................................................................49
Figura 4.2: Etapas de preparação dos meios suportes orgânicos ...............................................50
Figura 4.3: Materiais suportes prontos para serem inseridos no biofiltro (da esquerda para
direita: espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco) .........................................51
Figura 4.4: Sistema de biofiltração ...................................................................................................54
Figura 4.5: Visão geral do sistema (vista diagonal) ........................................................................56
Figura 4.6: Vista geral do sistema (vista frontal) ..............................................................................56
Figura 5.1: Perda de carga da espuma de poliuretano seca em função da velocidade
superficial do ar...................................................................................................................................73
Figura 5.2: Perda de carga do bagaço de cana seco em função da velocidade superficial
do ar......................................................................................................................................................73
Figura 5.3: Perda de carga da fibra de coco seca em função da velocidade superficial do
ar............................................................................................................................................................74
iv
Figura 5.4: Comparativo entre os valores médios de perda de carga dos leitos preenchidos
com espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco................................................77
Figura 5.5: Curva de Ruptura para o Biofiltro preenchido com Espuma de Poliuretano...........81
Figura 5.6: Curva de Ruptura para o Biofiltro preenchido com Fibra de Coco..........................81
Figura 5.7: Curva de Ruptura para o Biofiltro preenchido com Bagaço de Cana....................82
Figura 5.8: Microscopia ótica das amostras brutas de Lodo ativado (a1 e a2) e Biofiltro
Aerado Submerso (b1 e b2)...............................................................................................................83
Figura 5.9: Microscopia ótica das amostras enriquecidas em meio ATCC 290-S6, para
Thiobacillus sp. Lodo ativado (a1 e a2) e Biofiltro Aerado Submerso (b1 e b2)..........................84
Figura 5.10: Microscopia ótica das amostras enriquecidas em meio ATCC 290-S6, para
Thiobacillus sp, tendo como fonte de enxofre o H
2
S ao invés de tiossulfato. Lodo ativado (a1
e a2) e Biofiltro Aerado Submerso (b1 e b2)....................................................................................85
Figura 5.11: Microscopia ótica das amostras misturadas, enriquecidas em meio ATCC 290-S6,
para Thiobacillus sp., tendo como fonte de enxofre o H
2
S, ao invés de tiossulfato...................85
Figura 5.12: Microscopia eletrônica de varredura da base, do centro e do topo do biofiltro
preenchido com Espuma de poliuretano........................................................................................86
Figura 5.13: Microscopia eletrônica de varredura da base (a), do centro (b) e do topo (c) do
biofiltro preenchido com Bagaço de cana....................................................................................87
Figura 5.14: Microscopia eletrônica de varredura da base (a), do centro (b) e do topo (c) do
biofiltro preenchido com fibra de coco...........................................................................................88
Figura 5.15: Concentração afluente (♦), efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano (♦), fibra de coco (■) e bagaço de cana (▲) .....92
Figura 5.16: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, durante a primeira fase de operação .....93
Figura 5.17: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com bagaço de cana, durante a primeira fase de operação ...............94
Figura 5.18: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com fibra de coco, durante a primeira fase de operação ......................94
Figura 5.19: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
v
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, durante a segunda fase de operação ...98
Figura 5.20: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com bagaço de cana, durante a segunda fase de operação .............98
Figura 5.21: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com fibra de coco, durante a segunda fase de operação ....................99
Figura 5.22: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, durante a terceira fase de operação....102
Figura 5.23: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com bagaço de cana, durante a terceira fase de operação ..............102
Figura 5.24: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com fibra e coco, durante a terceira fase de operação .......................103
Figura 5.25: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, durante a quarta fase de operação......106
Figura 5.26: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com bagaço de cana, durante a quarta fase de operação.................106
Figura 5.27: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com fibra do coco, durante a quarta fase de operação.......................107
Figura 5.28: Taxas de carregamento mássico e eficiência de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano (♦), fibra de coco (■) e bagaço de cana (▲)....109
Figura 5.29: Capacidade de eliminação como função da concentração afluente de H
2
S
para os biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano (♦), fibra de coco (■) e bagaço
de cana (▲) ......................................................................................................................................111
Figura 5.30: Capacidade de eliminação como função da taxa de carregamento mássico
de H
2
S para os biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano (♦), fibra de coco (■) e
bagaço de cana (▲) ......................................................................................................................112
Figura 5.31: Perfis de degradação de sulfeto para biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano(a), bagaço de cana(b) e fibra de coco(c), durante a primeira fase de
operação...........................................................................................................................................116
vi
Figura 5.32: Perfis de degradação de sulfeto para biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano(a), bagaço de cana(b) e fibra de coco(c), durante a segunda fase de
operação...........................................................................................................................................117
Figura 5.33: Perfis de degradação de sulfeto para biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano(a), bagaço de cana(b) e fibra de coco(c), durante a terceira fase de
operação...........................................................................................................................................118
Figura 5.34: Perfis de degradação de sulfeto para biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano(a), bagaço de cana(b) e fibra de coco(c), durante a terceira fase de
operação...........................................................................................................................................119
Figura 5.35: Rebaixo de leito observado nos biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano (a), bagaço de cana (b) e fibra de coco (c)..........................................................122
Figura 5.36: Formação de depósitos na cor branca nos biofiltros preenchidos com espuma
de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco......................................................................123
Figura 5.37 - Variação do pH para os biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano (♦),
fibra de coco (■) e bagaço de cana (▲) durante a operação contínua dos sistemas .......124
Figura 5.38: Previsão do processo de biofiltração, tendo a espuma como material suporte,
de acordo com o modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983) (regime de limitação pela
difusão), para uma concentração de entrada de 320 pm........................................................127
Figura 5.39: Previsão do processo de biofiltração, tendo o bagaço de cana como material
suporte, de acordo com o modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983) (regime de
limitação pela difusão), para uma concentração de entrada de aproximadamente 320
ppm.....................................................................................................................................................127
Figura 5.40: Previsão do processo de biofiltração, tendo a fibra de coco como material
suporte, de acordo com o modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983) (regime de
limitação pela difusão), para uma concentração de entrada de aproximadamente 320
ppm.....................................................................................................................................................128
vii
LISTA DE TABELAS
Tabela 3.1 - Principais propriedades físico-químicas do H
2
S .........................................................10
Tabela 3.2 - Exposições à diferentes concentrações de H
2
S e sintomas decorrentes ..............11
Tabela 3.3 - Exemplos de fontes de energia para quimiotróficos representativos ....................14
Tabela 3.4 - Características de algumas espécies de microrganismos utilizado na
degradação de compostos sulfurosos ............................................................................................16
Tabela 3.5 - Vantagens e desvantagens dos reatores biológicos ...............................................19
Tabela 3.6 - Parâmetros utilizados para o projeto e análise de biofiltros ....................................30
Tabela 3.7 - Fatores típicos para o projeto de biofiltros .................................................................32
Tabela 3.8 - Resumo das principais características de alguns modelos matemáticos aplicados
ao processo de Biofiltração ..............................................................................................................33
Tabela 3.9 - Pesquisas realizadas sobre remoção de sulfeto de hidrogênio em Biofiltros.........46
Tabela 4.1 - Meio ATCC 290-S6 .........................................................................................................48
Tabela 4.2 - Principais dimensões dos biofiltros ...............................................................................53
Tabela 4.3 - Componentes e suas respectivas finalidades no processo de biofiltração ..........55
Tabela 4.4 - Condições de operação do sistema .........................................................................57
Tabela 4.5 - Freqüência de análises dos ensaios de adsorção ....................................................63
Tabela 5.1 – Porosidade dos materiais suporte................................................................................71
Tabela 5.2 – Porosidade dos leitos.....................................................................................................71
Tabela 5.3 – Comparação dos resultados de perda de carga da literatura com os obtidos
neste trabalho......................................................................................................................................77
Tabela 5.4 – Permeabilidade dos leitos de espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra
de coco................................................................................................................................................78
viii
Tabela 5.5 – Dados obtidos no ensaio de adsorção para o Biofiltro preenchido com Espuma
de Poliuretano......................................................................................................................................79
Tabela 5.6 – Dados obtidos no ensaio de adsorção para o Biofiltro preenchido com Fibra de
Coco.....................................................................................................................................................80
Tabela 5.7 – Dados obtidos no ensaio de adsorção para o Biofiltro preenchido com Bagaço
de Cana...............................................................................................................................................80
Tabela 5.8 – Resultados obtidos a partir da análise de EDX..........................................................89
Tabela 5.9 – Panorama geral da operação contínua dos sistemas.............................................91
Tabela 5.10 - Concentrações afluentes, efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com Espuma de Poliuretano, Fibra de Coco e Bagaço de Cana para a Fase 1
de operação do sistema ...................................................................................................................95
Tabela 5.11 - Concentrações afluentes, efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano, fibra de coco e bagaço de cana para a fase 2
de operação do sistema .................................................................................................................100
Tabela 5.12 - Concentrações afluentes, efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano, fibra de coco e bagaço de cana para a fase 3
de operação do sistema .................................................................................................................104
Tabela 5.13 - Concentrações afluentes, efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano, fibra de coco e bagaço de cana para a fase 4
de operação do sistema .................................................................................................................108
Tabela 5.14 - Capacidades de eliminação verificadas na literatura ........................................114
Tabela 5.15 - Resultados do ensaio experimental realizado para a modelagem matemática
nos biofiltros preenchido com espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de
coco....................................................................................................................................................126
Tabela 5.16 - Valores calculados para a espessura do biofilme nos biofiltros preenchidos com
espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco e comparação com dados da
literatura..............................................................................................................................................131
ix
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
APHA American Public Health Association
ASTDR Agency for Toxic Substances and Disease Registry
ATCC American Type Culture Collection
CONAMA Conselho Nacional de Meio Ambiente
EPA Environmental Protection Agency
ETE Estação de Tratamento de Esgoto
HMDS Hexametildesilasani
MEV Microscopia Eletrônica de Varredura
US OSHA Occupational Safety and Health Administration
x
LISTA DE SÍMBOLOS
A
f
área superficial do leito filtrante (m²)
a
s
área específica (m².m
-3
)
C
0
concentração de entrada do gás (g.m
-3
)
C
E
concentração lida no espectrofotômetro (mg.L
-1
)
CE capacidade de eliminação (g.m
-
³.h
-1
)
C
s
concentração de saída do gás (g.m
-3
)
D fator de diluição da amostra
D
eff
coeficiente de difusividade efetiva (m².s
-1
)
ER eficiência de remoção (%)
h altura do biofiltro (m)
K permeabilidade do leito poroso (cm
-2
)
K
0
constante de reação de ordem zero (g.m
-3
.
s
-1
)
k
f
coeficiente de ordem fracionária (g.m
-3
.s
-1
)
L comprimento do leito (cm)
m coeficiente de distribuição (partição gás-líquido), conforme ditado pela lei de Henry
m
e
massa do suporte seco (g)
m
t
massa do total do leito (suporte+água, g)
ppb partes por bilhão
ppm partes por milhão
Q vazão da corrente gasosa (L.h
-1
; m
3.
h
-1
)
t tempo de coleta da amostra (h).
t tempo (s)
TCM taxa de carregamento mássico (g.h
-1
.m
-3
)
xi
TCMS taxa de carregamento superficial (m³.m
-
².h
-1
)
TCMV taxa de carregamento volumétrico (m³.m
-
³.h
-1
)
TRLV tempo de residência do leito vazio (h)
TRV tempo de residência verdadeiro (h, min, s)
V volume de água no leito (cm³)
v
a
velocidade superficial (m.s
-1
)
Vf volume total do leito filtrante (m³)
V
L
volume da amostra (L)
V
t
volume total do leito (cm³)
V
v
volume de vazios (cm³)
24,44 volume molar corrigido para 1 atm e 25°C (L.mol
-1
)
δ espessura do biofilme (m)
∆P queda de pressão (dyn.cm
-2
)
ε porosidade
µ viscosidade do fluido (g. cm
-1
.s
-1
)
ρ massa específica da água a 25° (g.cm
-
³)
SUMÁRIO
RESUMO i
ABSTRACT ii
LISTA DE ILUSTRAÇÕES iii
LISTA DE TABELAS vii
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS ix
LISTA DE SÍMBOLOS x
1 INTRODUÇÃO 1
2 OBJETIVOS 5
3 REVISÃO DE LITERATURA 6
3.1 CICLO DO ENXOFRE 6
3.1.1 Ciclo biológico do enxofre 8
3.2 CARACTERÍSTICAS DO SULFETO DE HIDROGÊNIO 9
3.3 TRATAMENTO DO SULFETO DE HIDROGÊNIO 11
3.3.1 Processos físico-químicos 12
3.3.2 Processos biológicos 13
3.3.2.1 Microrganismos utilizados na biorremoção de sulfetos 13
3.3.2.2 Biorreatores utilizados para remoção de H
2
S 17
3.4 O PROCESSO DE BIOFILTRAÇÃO 20
3.4.1 Introdução 20
3.4.2 Fatores operacionais do processo 23
3.4.2.1 Material suporte 23
3.4.2.2 Teor de Umidade 26
3.4.2.3 pH – Potencial Hidrogeniônico 27
3.4.2.4 Temperatura 28
3.4.2.5 Concentração dos poluentes 28
3.4.2.6 Nutrientes 38
3.4.3 Parâmetros de projeto e operação de biofiltros 30
3.4.4 Modelos matemáticos aplicados ao processo de biofiltração 33
3.4.5 Resultados de pesquisas 39
3.4.6 Considerações finais 47
4 MATERIAIS E MÉTODOS 48
4.1 MICRORGANISMOS E MEIO DE CULTURA 48
4.2 MEIOS SUPORTE: ESPUMA DE POLIURETANO, BAGAÇO DE CANA E FIBRA DE COCO 49
4.3 EMPACOTAMENTO DO RECHEIO 51
4.4 APARATO EXPERIMENTAL E CONDIÇÕES DE OPERAÇÃO 52
4.5 ADIÇÃO DE NUTRIENTES 57
4.6 POROSIDADE DO LEITO 58
4.7 ENSAIOS FLUIDODINÂMICOS 59
4.7.1 Equações utilizadas 59
4.7.2 Obtenção experimental dos dados / fluidodinâmica 60
4.8 METODOLOGIAS ANALÍTICAS UTILIZADAS 61
4.8.1 Determinação de sulfeto 61
4.8.2 Determinação do pH 62
4.9 ENSAIO DE ADSORÇÃO 62
4.10 MICROSCOPIA ÓPTICA E ELETRÔNICA DE VARREDURA 63
4.11 CAP. DE ELIMINAÇÃO, TAXA DE CARREGAMENTO E EFICIÊNCIA DE REMOÇÃO 65
4.12 DESCRIÇÃO MATEMÁTICA DO PROCESSO 66
4.12.1 Modelo utilizado 66
4.12.2 Obtenção experimental dos dados/modelo matemático 69
5 RESULTADOS 70
5.1 ENSAIOS HIDRODINÂMICOS 70
5.1.1 Porosidade 70
5.1.2 Perda de Carga 72
5.2 ENSAIO DE ADSORÇÃO 78
5.3 MICRORGANISMOS 82
5.3.1 Pré-inoculação: Microscopia ótica 82
5.3.2 Operação contínua: Microscopia eletrônica de varredura 86
5.4 OPERAÇÃO CONTÍNUA DOS SISTEMAS 90
5.4.1 Abordagem geral 90
5.4.2 Desempenho durante a Fase 1 93
5.4.3 Desempenho durante a Fase 2 97
5.4.4 Desempenho durante a Fase 3 101
5.4.5 Desempenho durante a fase 4 105
5.5 TAXA DE CARREGAMENTO MÁSSICO 109
5.6 CAPACIDADE DE ELIMINAÇÃO 111
5.7 PERFIL DE DEGRADAÇÃO DO SULFETO AO LONGO DO LEITO 115
5.8 COLMATAÇÃO DO LEITO 121
5.9 POTENCIAL HIDROGENIÔNICO – pH 124
5.10 APLICAÇÃO DO MODELO MATEMÁTICO 126
6 CONCLUSÕES 133
7 SUGESTÕES 135
8 REFERÊNCIAS 136
9 APÊNDICE 143
1
1 INTRODUÇÃO
O aumento notório da emissão de poluentes atmosféricos, devido principalmente ao
desenvolvimento industrial e urbano, tem preocupado a sociedade. O acréscimo das
concentrações atmosféricas destas substâncias, a sua deposição no solo, nos vegetais e nos
materiais é responsável por danos à saúde, redução da produção agrícola, danos florestais,
degradação de construções e, de forma geral, origina desequilíbrios nos ecossistemas.
Entenda-se por poluente atmosférico como qualquer forma de matéria ou energia
com intensidade e em quantidade, concentração, tempo ou características em desacordo
com níveis estabelecidos, e que tornem ou possam tornar o ar impróprio, nocivo ou ofensivo
à saúde; danoso aos materiais; e prejudicial à segurança, ao uso e gozo da propriedade e
às atividades normais da comunidade, dentre outros (CONAMA, 1989).
A problemática da poluição atmosférica está integrada a alguns componentes ditos
básicos, tais como: as fontes de emissão de poluentes, atmosfera e corpos receptores. As
fontes emissoras lançam os poluentes na atmosfera, estes são transportados, dispersos e
modificados quimicamente ou fisicamente no meio atmosférico e finalmente alcançam os
corpos receptores.
Dentre os diversos poluentes lançados na atmosfera destacam-se, por seu alcance
em escala local e global, os compostos orgânicos voláteis (etanol, acetona, butanol,
benzeno, acetato de butila, dietilamina, hexano, metanol, entre outros), amônia (NH
3
),
óxidos de nitrogênio (NO
x
), dióxido de enxofre (SO
2
), óxidos de carbono (CO
x
),
hidrocarbonetos (HCs), oxidantes fotoquímicos (PAN, O
3
, dentre outros), material particulado
(MP), ácido fluorídrico (HF), bifenilas policloradas (PCBs) e gás sulfídrico (H
2
S) (MAIA, 2003;
TACLA, 2004) .
Em especial, o sulfeto de hidrogênio (H
2
S) - também conhecido como gás sulfídrico,
ácido sulfídrico e gás hidrosulfúrico - pode causar graves danos ambientais se lançado ao
2
meio ambiente, devido a sua elevada toxicidade, corrosividade, odores indesejáveis e alta
demanda de oxigênio (SYED et al., 2006; ROCHA, 2007).
Este composto está presente, em grande quantidade, nos poluentes gasosos
emitidos pelas indústrias de celulose e papel, matadouros, curtumes, indústrias petroquímicas
e de alimentos (CHUNG, HUANG e TSENG, 1996). As concentrações de H
2
S no biogás variam
de 0,1 a 2% da concentração total do efluente gasoso produzido (50 – 1000 ppm), que é
suficiente para causar os mais diversos problemas, desde o desconforto ambiental até a
morte (SYED et al., 2006).
Os impactos da inalação do sulfeto de hidrogênio por seres humanos são, em geral,
graves, pois o mesmo reage com as enzimas da corrente sanguínea, inibindo a respiração
celular, resultando em paralisia pulmonar, colapso súbito e morte (SYED et al., 2006).
Segundo Oyarzún et al. (2003), nos ambientes onde a concentração do sulfeto de
hidrogênio encontrar-se acima de 600 ppm, a exposição por períodos superiores a 30
minutos pode ser fatal.
Barona et al. (2004) destacam que os problemas relativos à saúde humana devido à
exposição a altas concentrações de H
2
S são conhecidos, contudo ainda há pouca
informação a respeito dos impactos desta exposição quando ocorrida à baixas
concentrações e por um longo período de tempo.
No intuito de remover esse gás altamente tóxico de fluxos gasosos, foram
desenvolvidos e estabelecidos diferentes tipos de processos físico-químicos, tais como:
lavadores de gás, oxidação, precipitação química, adsorção e incineração. Essas técnicas
apresentam boas eficiências de remoção e até a recuperação de enxofre elementar,
contudo possuem alto custo operacional e de manutenção (JEONG e KIM, 1999; ABBATI e
SILVA, 2005; BAQUERIZO et al., 2005). Tais processos podem, ainda, requerer a utilização de
aditivos químicos, o que leva a geração de problemas ambientais, que incluem a possível
formação, por exemplo, de compostos orgânicos clorados (FUTIWAKI, 2004).
Por apresentar gastos energéticos relativamente mais baixos e não necessitar de
aditivos químicos adicionais, a via biológica de remoção de sulfetos tem sido estudada
como uma alternativa aos métodos físico-químicos tradicionais (KOBAYASHI, STENSTROM e
3
MAH, 1983; HENSHAW e SYED, 2003). Syed et al. (2006) corroboraram essas informações
quando afirmaram que os processos biológicos de remoção de sulfeto de hidrogênio
possuem potencial para superar algumas ou, até mesmo, todas as desvantagens dos
processos físico-químicos, inclusive com recuperação do enxofre elementar, conforme
reportado em trabalhos como os de Chung, Huang e Tseng (1996) e Kim, Rene e Park (2007).
Dentre as opções biotecnológicas existentes, destaque tem sido dado aos
biorreatores de células imobilizadas, nos quais se encontra o biofiltro, por isso os mesmo têm
emergido como um dos processos biológicos mais importantes no tratamento de H
2
S. Sabe-
se que os biofiltros possuem baixo custo de implantação e operação para sua regeneração
e recirculação, menor necessidade de energia e possuem aceitação pública como um
processo interessante do ponto de vista ambiental, por reduzirem a poluição secundária
(BOHN e BOHN, 1999; DELGADO 1999 et al., 1999
1
apud MA, YANG e ZHAO, 2006).
Nos biofiltros, o H
2
S escoa por um leito fixo com biomassa aderida, que tem a
finalidade de convertê-lo em produtos menos impactantes. O gás poluente é absorvido
pela biomassa e, subseqüentemente, oxidado a produtos finais, tais como: dióxido de
carbono, enxofre elementar e sulfatos. Muitos fatores importantes, dentre eles, a qualidade
do meio suporte, o tamanho das partículas, a diversidade microbiana, a umidade e os
nutrientes, associados às condições fluidodinâmicas, que incluem o tempo de residência do
gás e sua distribuição, determinam o desempenho de sistemas de biofiltração.
É consenso na literatura que o material suporte tem importância fundamental nos
processos de biofiltração. Desta forma, neste trabalho, três tipos de meio suporte, incluindo a
espuma de poliuretano (meio sintético), o bagaço de cana e a fibra de coco (meios
orgânicos), foram utilizados como materiais de enchimento para a imobilização de cultura
mista na biofiltração de H
2
S.
Dentro desse contexto, apesar de bastante difundidos nos países desenvolvidos, são
escassos os estudos relacionados ao tratamento biológico de efluentes gasosos na América
Latina e, em especial, no Brasil; neste caso podem ser citados alguns trabalhos realizados
1
DELGADO, S.; ALVAREZ, M.; RODRIGUEZ-GOMES, L.E. (1999) H
2
S Generation in a reclaimed urban wastewater pipe.
Case study: Tenerife. Water Research, n. 33, p. 539-547.
4
pelo Departamento de Engenharia Sanitária e Ambiental da Universidade Federal de Santa
Catarina, pelo Departamento de Engenharia Química da Universidade Federal do Paraná e
pelo Departamento de Engenharia Química da Universidade Federal de São Carlos em
parceria com o Departamento de Hidráulica e Saneamento da Escola de Engenharia de
São Carlos da Universidade de São Paulo.
O número de trabalhos ainda é escasso, dessa forma, fica clara a necessidade do
desenvolvimento de processos biotecnológicos capazes de degradar de forma eficiente
fluxos gasosos contendo compostos tóxicos em âmbito nacional, justamente para verificar a
viabilidade técnico-econômica desses processos.
5
2 OBJETIVOS
O objetivo geral deste trabalho foi avaliar o desempenho do tratamento biológico
de sulfeto de hidrogênio (H
2
S) utilizando biofiltro.
Os objetivos específicos foram:
a) avaliar a depuração de fluxo gasoso contendo H
2
S, utilizando tais biofiltros com
diferentes tipos de materiais suporte, sendo dois materiais orgânicos (bagaço de cana e
fibra de coco) e um sintético (espuma de poliuretano).
b) verificar o efeito da utilização da mistura de diferentes inóculos na partida dos
sistemas;
c) analisar a fluidodinâmica dos respectivos leitos por meio de ensaios de perda de
carga em função da vazão de ar e da umidade do leito;
c) verificar o efeito da adsorção nos materiais suporte;
d) aplicar o modelo proposto por Ottengraf e Van de Over (1983).
6
3 REVISÃO DE LITERATURA
3.1 CICLO DO ENXOFRE
O ciclo do enxofre envolve, principalmente, o sulfeto de hidrogênio (H
2
S), o dimetil
sulfeto (CH
3
)
2
S, o dióxido de enxofre (SO
2
), o anidrido sulfídrico (SO
3
) e sulfatos (SO
4
2-
).
Esses e outros compostos de enxofre entram na atmosfera, devido principalmente às
atividades humanas. Aproximadamente 100 milhões de toneladas/ano de enxofre são
incorporados à atmosfera global via fontes antropogênicas, principalmente na forma de
SO
2
, originário da combustão de carvão e óleo combustível residual (MANAHAN, 2000).
A Figura 3.1 apresenta os principais aspectos do ciclo global de enxofre.
Figura 3.1: Ciclo global de enxofre. Os fluxos de enxofre representados pelas setas estão em
milhões de toneladas por ano. As interrogações representam quantidades incertas de
enxofre (muito provavelmente, atingem a ordem de 100 milhões de toneladas por ano).
Fonte: MANAHAN (2000).
7
Manahan (2000) afirma que as maiores incertezas quanto ao aspecto quantitativo
do ciclo estão ligadas ao enxofre não-antropogênico, que adentra a atmosfera
principalmente como SO
2
e H
2
S, lançados por vulcões; e (CH
3
)
2
S e H
2
S, gerados via
biodegradação da matéria orgânica e redução de sulfato. Acredita-se que a única fonte
considerável de enxofre natural lançado na atmosfera seja o (CH
3
)
2
S biogênico, via fontes
marinhas. Já o H
2
S oxida-se rapidamente a dióxido de enxofre (SO
2
), podendo também ser
oxidado pelo oxigênio atômico e molecular e, ainda, pelo ozônio.
A reação de oxidação entre sulfeto de hidrogênio e o ozônio é apresentada na
Equação 3.1:
H
2
S + O
3
H
2
O + SO
2
(3.1)
Estima-se que o tempo de “vida” de 1 ppb de H
2
S exposto a 50 ppb de O
3
, na
presença de 15.000 partículas/cm
3
, é de aproximadamente duas horas (SEINFELD
2
, 1978
apud TACLA, 2004).
Com isso, pode-se afirmar que o H
2
S é um dos diversos gases que contribui para a
destruição da camada de ozônio e, conseqüentemente, para o aquecimento global, pois
na reação descrita na Equação 1, ocorre a diminuição do número de moléculas de ozônio
na atmosfera, devido as mesmas atuarem na oxidação do H
2
S a SO
2
(Environmental
Protection Agency - EPA, 2006).
O dióxido de enxofre (SO
2
), produto da reação descrita na Equação 3.1, é oxidado a
SO
3
pelo oxigênio atmosférico. Finalmente, o SO
3
reage com o vapor d’água presente na
atmosfera e é convertido a ácido sulfúrico (H
2
SO
4
), que retorna ao solo na forma de “chuva
ácida” (Equações 3.2 e 3.3).
2
SEINFELD, J.H. Contaminación atmosférica: fundamentos físico y químicos. Tradução: Rafael Mujeriego. Ph.D. e
Geneviève Derouex. Madrid: Instituto de Estúdios de Administración Local, 1978. 558 p.
8
2SO
2
+ O
2
SO
3
(3.2)
SO
3
+ H
2
O H
2
SO
4
(3.3)
A chuva ácida é retida pelas nuvens e pode viajar até 500 km por dia, dependendo
da direção e força do vento. Devido à sua composição, estas chuvas alteram a
composição química do solo, provocam e envenenamento dos cursos de água, fauna e
flora, atingindo a cadeia alimentar, sendo ainda responsáveis pela corrosão de metais,
rochas e edifícios (ACID RAIN, 2007).
3.1.1 Ciclo biológico do enxofre
Os processos biológicos para a remoção de compostos sulfurosos são baseados no
ciclo biológico do enxofre apresentado na figura 3.2.
Figura 3.2: Ciclo biológico do enxofre
Fonte: LENS e KUENEN (2001).
9
Conforme pode ser observado na Figura 3.2, o sulfato (SO
4
2-
), forma mais oxidada do
enxofre, é reduzido a compostos orgânicos sulfurosos por plantas, fungos e vários procariotes
no processo conhecido com redução assimilativa do sulfato. Então, estas moléculas
orgânicas podem sofrer o processo de dessulfurização, no qual produzem o sulfeto de
hidrogênio (LENS e KUENEN, 2001).
A oxidação do sulfeto de hidrogênio produz enxofre elementar (S
o
), reação realizada
pelas bactérias fotossintéticas verdes e púrpuras e, ainda, por alguns quimiolitotróficos. O
enxofre elementar é oxidado a sulfato por bactérias que podem utilizar tanto o oxigênio
como o nitrato como aceptores de elétrons ou, ainda, reduzido para sulfeto de hidrogênio,
no processo conhecido como redução dissimilativa do enxofre.
Finalmente, através do processo de redução dissimilativa do sulfato, os organismos
redutores geram sulfeto de hidrogênio, que pode ser convertido diretamente a sulfato por
meio da oxidação biológica, tendo o O
2
e o NO
2
como aceptores de elétrons.
3.2 CARACTERÍSTICAS DO SULFETO DE HIDROGÊNIO
É fácil reconhecer a presença de algum composto que contenha sulfeto, devido ao
seu forte odor (característico de ovo podre). Ele geralmente é encontrado na forma de
sulfeto de hidrogênio, um gás mais denso que o ar, extremamente inflamável, muito tóxico
por inalação, que se acumula em espaços confinados e forma mistura explosiva com o ar,
nas condições normais de temperatura e pressão (FUTIWAKI, 2004).
Segundo a ATSDR
3
(1999) apud Tacla (2004), o sulfeto de hidrogênio ocorre
naturalmente no petróleo, gás natural, pântanos, reservatórios de esterco e nos gases
vulcânicos. Este gás também é produzido na decomposição do lixo urbano e industrial e
durante a combustão de carvão e óleos derivados do petróleo e do xisto betuminoso.
3
ATSDR – AGENCY FOR TOXIC SUBSTANCES AND DISEASE REGISTRY. Managing hazardous materials incidents. Vol. 3 –
Medical Management Guidelines for Acute Chemical Exposures: hydrogen sulfide. Department of Health and
Human Services, Public Health Service. Atlanta, GA. 1999.
10
A Tabela 3.1 apresenta as principais propriedades físico-químicas do H
2
S.
Tabela 3.1 - Principais propriedades físico-químicas do H
2
S
Propriedades Valores
Massa molecular (g.mol
-1
) 34,08
Ponto de fusão (°C) -84,15
Ponto de ebulição (°C) -60,15
Temperatura crítica (°C) 99,85
Pressão crítica (Pa) 8940000
Pressão de vapor (20°C) (Pa) 1880000
Densidade relativa (gás) 1,2 (ar = 1)
Densidade relativa (líquido) 0,92 (água = 1)
Solubilidade (mg.L
-1
água) 3980
Cor (aparência) Incolor
Odor Ovo podre
Temperatura de ignição (°C) 270
Faixa de inflamabilidade (% em volume no ar) 4,3 – 45,5
Fonte: Adaptado de TACLA (2003) e FUTIWAKI (2004).
O sulfeto de hidrogênio pode envenenar diversas partes do corpo humano. A
inalação deste composto pode causar tonturas, dores de cabeça, náusea, falha na
respiração, coma ou inconsciência (TACLA, 2004).
Segundo reportado pela EPA (2006), o H
2
S causa efeitos danosos ao sistema nervoso
central, metabolismo e trato intestinal. A exposição prolongada a pequenas concentrações
pode resultar em edema pulmonar. A inalação contínua a baixas concentrações de sulfeto
de hidrogênio causa fadiga e irritação nos olhos. Em altas concentrações, o sulfeto de
hidrogênio causa deficiência de oxigênio no ambiente, especialmente se liberado em áreas
com pouca ventilação ou espaços fechados.
Na Tabela 3.2 são apresentados os sintomas resultantes da exposição do sulfeto de
hidrogênio para cada faixa de concentração.
11
Tabela 3.2 - Exposições à diferentes concentrações de H
2
S e sintomas decorrentes
Concentração (ppm) Sintomas
0,3 – 30 Odor desagradável.
50
Irritação nos olhos, secura e irritação do
nariz e garganta.
100 – 150
Perda temporária do olfato.
200 – 250
Dor de cabeça, vômito e náusea. A
exposição prolongada pode causar danos
ao pulmão.
Exposições de 4 a 8 horas podem ser fatais.
300 – 500 Ataque rápido dos sintomas, a morte ocorre
entre 1 a 4 horas.
500
Dor de cabeça, excitação, travamento, dor
no estômago após rápida exposição. A
morte ocorre entre 30 minutos e 1 hora.
> 600 Rápida perda da consciência, coma e
morte.
Fonte: US OSHA
4
et al. (2002) apud TACLA (2004)
3.3 TRATAMENTO DO SULFETO DE HIDROGÊNIO
Neste item serão abordadas as possibilidades de tratamento do sulfeto de
hidrogênio, com breve descrição dos processos físico-químicos mais importantes. Maior
ênfase será dada às biotecnologias disponíveis e, em especial, ao processo de biofiltração,
que é o objeto deste trabalho.
4
U.S. OSHA: CMA; ANSI; WHMIS. Material safety data sheet: helium/hydrogen sulfide gas mixtures MSDS. New Jersey,
2002. 11 p.
12
3.3.1 Processos físico-químicos
Técnicas convencionais, representadas pelos processos físicos e químicos (ex:
absorção, adsorção, oxidação por ozônio e incineração), têm sido utilizadas com a
finalidade de remover poluentes em efluentes gasosos. Contudo, os custos de disposição
destes métodos tradicionais são elevados e, via de regra, geram poluentes secundários (MA,
YANG e ZHAO, 2006).
• Absorção
Dentre os processos físicos, pode-se destacar a absorção, caracterizada
basicamente pelo contato entre líquido e gás, na qual um ou mais componentes do gás
dissolvem-se no líquido. O princípio da operação é a diferença de solubilidade, sendo que o
agente é o líquido não volátil na temperatura do processo. O processo difusional que ocorre
em cada lado da interface gás-líquido determina a taxa de transferência do poluente
gasoso para o meio líquido.
Desse modo, BUONICORE e DAVIS (1992), afirmam que a taxa de absorção é
determinada pelas taxas de difusão de ambas as fases.
• Adsorção
A adsorção é um processo físico-químico muito utilizado no tratamento de poluentes
gasosos. Segundo Moraes Jr. (1991), o fundamento deste processo baseia-se na retenção,
por meio de forças físicas ou químicas, de moléculas dos líquidos, gases ou vapores
(adsorvato), na superfície de um sólido (adsorvente). Portanto a adsorção deve ser
distinguida da absorção, pois na primeira a substância fica retida na superfície, não se
difundindo para o seio do líquido, como ocorre na segunda.
Como é comum nos processos físicos, a adsorção pode gerar resíduo, nos quais o
material adsorvido não consegue mais ser removido. A poluição secundária deve ser
13
considerada neste tipo de operação, uma vez que a geração de sólidos ou líquidos tão
poluentes como o gás a ser tratado inviabiliza o processo (RODRIGUES, 2002).
• Incineração
Dentre os processos químicos, o mais utilizado no tratamento de poluentes gasosos é
a incineração, cujos fundamentos são os mesmos da combustão. A combustão, em suma,
promove uma combinação rápida do oxigênio com vários compostos químicos. Seu
princípio baseia-se em fornecer ao sistema temperaturas mais altas que aquelas de ignição
dos gases, que são temperaturas mínimas para este processo (BUONICORE e DAVIS, 1992).
Alguns problemas, além dos altos custos de implantação e manutenção, típicos
deste tipo de processo, podem ser enumerados, sendo um dos mais conhecidos
representado pela combustão incompleta de muitos compostos orgânicos, que resulta na
formação de ácidos orgânicos ou aldeídos, que por sua vez, ocasionam problemas
ambientais adicionais (RODRIGUES, 2002; MAIA, 2003; ROCHA, 2007).
3.3.2 Processos biológicos
3.3.2.1 Microrganismos utilizados na biorremoção de sulfetos
Diversos organismos quimiotróficos são aptos a biodegradar o H
2
S em reatores
biológicos, tais como: gêneros Xanthomonas sp. (Cho, Hyrai e Shoda, 1992a), Pseudomonas
sp. (Chung, Huang e Tseng, 2001; Rodrigues, 2002) e Thiobacillus sp. (Chung. Huang e Tseng,
1996; Chung et al., 2000; Cho, Ryu e Lee, 2000; Rodrigues, 2002), Acidithiobacillus sp. (Lee,
Cho e Ryu, 2005), dentre outros.
Estes organismos podem crescer e produzir novo material celular por meio da
utilização de carbono inorgânico (CO
2
) como fonte de carbono e energia química a partir
da oxidação de compostos inorgânicos reduzidos, tais como o H
2
S. Na presença de fontes
reduzidas de carbono orgânico (glicose, aminoácidos, etc.), alguns destes microrganismos
14
podem crescer heterotroficamente, utilizando o carbono orgânico como fonte de carbono
e um composto inorgânico como fonte de energia (PRESCOTT, HARLEY e KLEIN, 2003).
A biodegradação H
2
S por quimiotróficos ocorre em condições aeróbias tendo o
oxigênio (O
2
) como aceptor de elétrons ou em condições anaeróbias com aceptores de
elétrons alternativos como, por exemplo, o nitrato, dependendo do tipo de bactéria
(PRESCOTT, HARLEY e KLEIN, 2003).
Os produtos resultantes da oxidação dependem da linhagem dos microrganismos.
Muitas espécies são capazes de oxidar o H
2
S a enxofre elementar. Este poderá ser oxidado a
sulfato quando a concentração de H
2
S do ambiente for baixa e, nesse caso, a redução do
pH acarretará no retardo da atividade microbiana e inibição da oxidação do H
2
S (CHUNG,
HUANG e LI, 1997).
Em particular, as bactérias quimioheterotróficas do gênero Thiobacillus sp. parecem
ser as mais aceitas com relação à biorremoção de sulfetos devido às suas simples
necessidades nutricionais, facilidade no desenvolvimento utilizando o H
2
S como fonte de
energia, alta eficácia, resistência às substâncias tóxicas e viabilidade em ampla faixa de pH.
Microrganismos deste gênero têm sido estudados em diversas pesquisas (CHO, HIRAI e
SHODA, 1992b; CHUNG, HUANG E TSENG, 1996; CHUNG et al., 2000; CHO, RYU e LEE, 2000;
CHUNG, HUANG E TSENG, 2001; RODRIGUES, 2002; MAIA, 2003; OYARZÚN et al., 2003).
Exemplos de fontes de energia para Thiobacillus são apresentados na Tabela 3.3.
Tabela 3.3 - Exemplos de fontes de energia para quimiotróficos representativos
Bactéria
Doador de
elétron
Aceptor de
elétron
Fonte de
carbono
Produtos
Thiobacillus sp. S
0
, H
2
S, S
2
O
3
2-
O
2
CO
2
SO
4
2-
Thiobacillus denitrificans S
0
, H
2
S, S
2
O
3
2-
O
2
, NO
3
-
CO
2
SO
4
2-
, N
2
Thiobacillus ferooxidans Fe
2+
, S
0
, H
2
S O
2
CO
2
Fe
3+
, SO
4
2-
Fonte: SYED et al. (2006)
15
Diversos trabalhos sobre biofiltração relatam a utilização do lodo ativado de
estações de tratamento de efluentes industriais como fonte microbiana para o tratamento
de gases poluentes, incluindo o sulfeto de hidrogênio (DUAN et al., 2006).
De acordo com Oyarzún et al. (2003), a inoculação de lodo ativado aos sistemas de
biofiltração permite o estabelecimento de uma população microbiana capaz de oxidar o
H
2
S e possibilita condições de seleção microrganismos com alta atividade de degradação,
no entanto, a eficiência é limitada e a capacidade de remoção do H
2
S não é constante.
Uma estratégia de sucesso para obter populações microbianas com alta atividade de
degradação do H
2
S seria selecionar e enriquecer uma cultura mista de microorganismos
para a inoculação do biofiltro. A Tabela 3.4 apresenta as características de alguns
microrganismos utilizados na degradação do H
2
S.
16
Tabela 3.4 – Características de algumas espécies de microrganismos utilizadas na degradação de compostos sulfurosos.
Microrganismos
Thiobacillus
ferrooxidans
Thiobacillus
thiooxidans
Thiobacillus
novellus
Thiobacillus
thioparus
Thiobacillus
denitrificans
Thermothrix
azorensis
Thiothix nivea
Thioalkalispira
microaerophila
pH de
Crescimento
-
0,5 – 6,0
5,7 – 9,0
5 – 9
-
6,0 – 8,5
6,0 – 8,5
8 – 10,4
Temperatura
Ótima (ºC)
30 – 35
28 - 30
30
28
28 - 32
76 – 78
15 - 30
-
Forma e
tamanho
Bacilo
0,5 – 1 µm
Bacilo
0,5 x 1,1 – 2
µm
Bacilo
0,4 – 0,8 x 0,8 –
2 µm
Bacilo
0,9 – 1,8 µm
Bacilo
0,5 x 1 – 3 µm
Bacilo
0,3 – 0,8 x 2 – 5
µm
Bacilo
0,7 – 2,6 x 0,7 –
5 µm
Espirilo
0,3 – 0,45 x 1 –
4 µm
Nível trófico
Quimiautotrófica
Obrigatória
Quimiautotrófica
obrigatória
Quimiautotrófica
facultativa
Quimiautotrófica
obrigatória
Quimiautotrófica
obrigatória
Quimiautotrófica
obrigatória
Quimiautotrófica
facultativa
Quimiautotrófica
obrigatória
Fontes de
energia
Íons ferrosos
e compostos
sulfurosos
reduzidos
Sulfeto de
Hidrogênio,
plitionatos
enxofre
elementar.
Sulfeto de
Hidrogênio,
metil
mercaptanas,
dimetil sulfeto,
dimetil disulfeto
Tiosulfato,
sulfeto
Tiosulfato,
tetrationato,
tiocianato,
sulfeto, enxofre
elementar.
Tiosulfato,
tetrationato,
sulfeto de
hidrogênio,
enxofre
elementar.
Enxofre
inorgânico,
compostos
orgânicos
simples, açúcar.
Sulfeto,
polisulfeto,
enxofre
elementar,
tiosulfato
Necessidade
de oxigênio
Facultativo
Anaeróbio*
Aeróbio estrito
Aeróbio estrito
Aeróbio estrito
Facultativo
Anaeróbio
Aeróbio estrito
Aeróbio estrito
e
microaerofílico
Aeróbio estrito e
microaerofílico
Deposito de
enxofre
-
-
-
Extracelular
Intracelular
Intracelular
Intracelula
Referência
Colorado
School of
mines
TAKANO et al.
(1997)
CHA et al.
(1999); KELLY
et al. (2000)
VLASCEANU
et al. (1997)
KELLY e
WOOD (2000)
ODINTSOVA et
al. (1996)
PRESCOTT et
al. (2003)
SOROKIN et al.
(2002)
Fonte: Adaptado de SYED et al. (2006).
17
3.3.2.2 Biorreatores utilizados para remoção de H
2
S
Diversas configurações de reatores são utilizadas para remover sulfeto de hidrogênio,
sob condições aeróbias e anaeróbias, funcionando em condições quimiotróficas ou
fotossintéticas e operando sob diferentes condições fluidodinâmicas.
Os biorreatores mais utilizados para o tratamento de gases tóxicos, dentre eles o H
2
S,
podem ser divididos entre aqueles em que as células são livremente suspensas na fase
líquida (biolavadores) e aqueles em que as células são imobilizadas em material inerte
(biopercoladores e biofiltros).
A Figura 3.3 apresenta os sistemas mais utilizados para o tratamento biológico de
gases.
Figura 3.3: Esquema dos sistemas mais comuns de tratamento biológico de gases
Fonte: Adaptado de SOARES (2007).
18
O biolavador consta de uma coluna de absorção (scrubber), na qual os poluentes
solúveis em água são absorvidos e em parte oxidados, e de um reator aerado (unidade de
regeneração) onde se completa a oxidação. A suspensão, uma vez regenerada, é
continuamente recirculada pelo topo da coluna para melhorar a eficiência do processo
(CABRAL e BELLI, 2005).
Segundo Burgess, Parsons e Stuetz (2001), durante o curto tempo de residência, o
crescimento da biomassa tem que ser controlado para reduzir o descarte de resíduos sólidos
e para aumentar a eficiência do sistema.
Outro reator biológico utilizado na depuração de gases poluentes é o biopercolador,
no qual ocorre a circulação contínua do líquido, a favor ou contra corrente, no meio
suporte. Geralmente, o líquido é circulado ao reator após passar por uma etapa de
redução de concentração.
Nesses biorreatores a taxa de alimentação e a concentração de nutrientes são
baseadas na expectativa de requerimento de nutrientes pela cultura microbiana. Os
biopercoladores, geralmente, recebem menos nutrientes do que precisam
estequiometricamente. Isto acontece porque os nutrientes são internamente reciclados
através de células mortas, digestão de biomassa endógena e por predadores tais como
protozoários e rotíferos. A limitação de nutrientes pode ser uma escolha do operador na
tentativa de limitar o crescimento da biomassa (COX e DESHUSSES, 2000).
Biofiltros também são reatores de leito fixo, nos quais os microrganismos são
imobilizados em meio suporte, geralmente orgânicos, para a remoção de poluentes de uma
corrente de gás contaminado. Neste biossistema, ocorre a transferência de massa dos
poluentes da fase gasosa para a fase líquida através do biofilme (DEVINNY, DESHUSSES e
WEBSTER, 1999).
Dentre os processos microbiológicos, a biofiltração é dos mais promissores devido a
seu baixo custo capital e operacional, baixos requerimentos de energia, alta eficiência de
remoção e a ausência de produtos residuais que requeiram futuro tratamento ou
disposição, e possui aceitação pública por ser considerado um processo “ambientalmente
amigável” (LEE et al., 2006; MA, YANG e ZHAO, 2006).
19
Na Tabela 3.5 são apresentadas vantagens e desvantagens de cada um dos tipos
mais comuns de reatores biológicos empregados na remoção de poluentes gasosos.
Tabela 3.5 - Vantagens e desvantagens dos reatores biológicos.
Reator Vantagens Desvantagens
Biofiltro
- Operação Simples
- Baixos Custos de Investimento
- Baixo Custo de operação
- Degradação de menos poluentes
solúveis em água
- Redução satisfatória de odores
- Baixo fluxo volumétrico de
efluente gasoso
- Apenas baixas concentrações
de poluente
- Impossível o controle do processo
- Formação de canal preferencial
de fluxo é comum
Biopercolador
- Operação Simples
- Baixos Custos de Investimento
- Baixo Custo de operação
- Satisfatório para contaminações
moderadas de efluente gasoso
- Possibilidade de adição de nutrientes
- Limitado controle do processo
- Formação de canais pode ser
um problema
- Vida limitada do leito
- Excesso de biomassa não
disponível
Biolavador
- Boa possibilidade de controle do
processo
- Alta transferência de massa
- Satisfatório para modelagem do
processo
- Alta estabilidade operacional
- Possibilidade de adição de nutrientes
- Alto custo de investimento
- Altos custos operacionais
- Produção de excesso de
biomassa
- Disposição da água
- Possível entupimento (absorção)
Fonte: EDWARDS & NIRMALAKHANDAN (1996).
20
3.4 O PROCESSO DE BIOFILTRAÇÃO
3.4.1 Introdução
A biofiltração é um processo que utiliza microrganismos imobilizados em um leito fixo
de material poroso. O fluxo de gás contaminado escoa ao longo do leito filtrante, que por
sua vez absorve os compostos biodegradáveis, para que, em uma última etapa, os
microrganismos os convertam a compostos menos poluentes (OYARZÚN et al., 2003).
Tacla (2004) cita que, em geral, as biofiltros são simples de serem instalados, operam
de forma contínua e não requerem grande manutenção. Os parâmetros que influenciam o
processo são: material suporte, umidade do leito, pH, temperatura, concentração dos
poluentes, microorganismos e nutrientes.
O princípio do processo de biofiltração baseia-se na interação dos poluentes da fase
gasosa com o meio suporte. A atividade de degradação deriva de microrganismos que
vivem e desenvolvem-se no leito filtrante, de tal modo que os compostos indesejáveis no gás
sejam absorvidos ou removidos (Morgan-Sagastume e Noyola, 2006). Os gases poluentes são
distribuídos lentamente ao longo do biofiltro, o que permite aos microrganismos degradarem
os poluentes e produzirem energia e subprodutos metabólicos na forma de dióxido de
carbono e água. O processo biológico que ocorre no interior do biofiltro é uma oxidação
por microrganismos e pode ser escrita como segue (DEVINNY, DESHUSSES e WEBSTER, 1999):
Gás poluente + O
2
Biomassa + CO
2
+ H
2
O (3.4)
Especificamente na remoção do sulfeto de hidrogênio, Oyarzún et al. (2003)
apresentam as seguintes reações biológicas gerais ocorridas no processo:
2HS
-
+ O
2
2S
0
+ 2OH
-
(3.5)
2S
0
+ 3O
2
2SO
4
2-
+ 2H
+
(3.6)
21
Via de regra, em virtude de ser um dos produtos finais da reação de oxidação do
H
2
S, o íon H
+
provoca a queda significativa do pH, provocando a acidez do meio (MELO e
AZEVEDO, 1997).
Chung, Huang e Tseng (1996), após analisarem o produto resultante da operação de
um biofiltro inoculado com Thiobacillus thioparus imobilizado em alginato de cálcio para
remover sulfeto de hidrogênio, apresentaram as seguintes equações:
Para concentrações de 60 ppm:
H
2
S 0,25 SO
4
2-
+ 0,72 S + 0,02 SO
3
2-
+ 0,005S
2-
(3.7)
Para concentrações de 5 ppm:
H
2
S 0,75 SO
4
2-
+ 0,18 S + 0,05 SO
3
2-
+ 0,007S
2-
(3.8)
A partir do início do processo, à medida que ocorre a umidificação do leito do
biofiltro, há a formação de uma camada líquida sobre os microrganismos e,
conseqüentemente, sobre as partículas do material suporte. O conjunto desta película que
se forma sobre cada partícula recebe o nome de biofilme e é dentro dele que os
microrganismos atuam (MORGAN-SAGASTUME e NOYOLA, 2006).
A Figura 3.4 apresenta a ampliação de pequena parte do leito do biofiltro, na qual
podem ser visualizados o material suporte e o biofilme. Nessa figura, a fase sólida representa
o material suporte; a fase ar, os espaços intersticiais entre os materiais suportes
empacotados no interior do biofiltro; e a fase líquida, o biofilme.
22
Figura 3.4: Ampliação do leito do biofiltro e visualização do biofilme
Fonte: DEVINNY, DESHUSSES e WEBSTER (1999).
Quando o gás poluente (C
G
) e o ar (O
2
) passam pelos espaços existentes no interior
do biofiltro (fase ar), moléculas deste gás e do oxigênio penetram na camada superficial do
biofilme (fase líquida), onde estão presentes os microrganismos que irão degradar os
poluentes em presença do oxigênio. O gás poluente que passa pelo leito pode penetrar o
biofilme ou desviá-lo, para ser difundido posteriormente. Os produtos resultantes da
degradação no interior do biofilme serão: água, gás carbônico e outros produtos que
dependem do gás poluente que estiver no processo (RODRIGUES, 2002).
No biofiltro, os poluentes transferidos através da interface gás-líquido são usados
como fonte de nutrientes pelos microrganismos imobilizados no leito. A utilização dos
poluentes como substrato cria um gradiente de concentração no biofilme, que promove a
difusão de moléculas de substrato, desde a fase gás até a fase líquida do biofilme (CORSI e
SEED, 1995).
Gostomski, Sisson e Cherry (1997) afirmam que a água, geralmente presente dentro
do biofilme, encontra-se no estado estacionário, sendo que a difusão molecular é a única
forma de transporte químico para o interior das células. Quando os microrganismos estão
ativos, eles convertem o poluente mais rapidamente do que este pode dispersar-se no meio.
23
De acordo com Cohen (2001), a espessura do biofilme é influenciada por muitos
fatores, que incluem a vazão do gás tratado no biofiltro, a composição do material suporte
e o próprio biofiltro. O biofilme não é totalmente ativo e a sua atividade aumenta com a
espessura. Existe uma espessura chamada ativa, a partir da qual é possível converter os
reagentes. A partir de determinada espessura do biofilme, a difusão dos nutrientes se torna
limitante e controla a velocidade global da reação.
3.4.2. Fatores operacionais do processo
Diversos fatores operacionais influenciam o desempenho de um biofiltro. Os fatores
mais importantes são: umidade, pH e temperatura do leito (DEVINNY, DESHUSSES e WEBSTER,
1999). A seguir são apresentados estes parâmetros.
3.4.2.1 Material suporte
O leito do biofiltro é basicamente constituído de material suporte, que pode ser de
origem orgânica, inorgânica ou sintética, ao qual se adicionam microrganismos, nutrientes e
outros compostos que sejam necessários ao crescimento microbiano e ao tratamento do
gás.
De acordo com Barona et al. (2005), o material suporte é considerado o “coração”
do sistema de biofiltração, especialmente porque se constitui como o local onde a
biomassa ativa está imobilizada. Ademais, quando o desempenho da biodegradação não
é efetivo, a habilidade da superfície do material suporte em reter ou adsorver o
contaminante torna-se uma propriedade desejável. O meio suporte ainda desempenha
papel fundamental para a distribuição das fases líquida e gasosa, bem como para a
transferência de massa (DUAN et al. (2006).
24
De acordo com Clark e Wnorowski
4
(1991) apud Ramírez-Lopez et al. (2003), quase
todos os compostos orgânicos podem ser utilizados em biofiltros. Bohn
5
(1996) apud Ramírez-
Lopez et al. (2003) listaram 13 importantes características físicas, químicas e biológicas,
sendo as mais importantes: a) alta área superficial específica; b) baixa densidade global; c)
alto número de diferentes bactérias naturalmente presentes no suporte; d) nutrientes
suficientes (ex: nitrogênio, fósforo e potássio); e) alta capacidade de retenção de água e f)
pH neutro ou ligeiramente alcalino, bem como capacidade tampão.
É consenso na literatura que a seleção do material suporte tem significativa
influência sobre o desempenho dos biofiltros, visto que afeta a freqüência de substituição do
leito, a atividade bacteriana e a perda de carga, Portanto, influencia a eficiência de
remoção dos poluentes e os custos operacionais (CHO, HIRAI e SHODA, 1992a).
De acordo com a literatura, vários materiais têm sido utilizados como meio suporte
para o crescimento dos microrganismos, tais como: lascas de madeira (Van Langenhove,
Wuyts e Schamp,1986), fixação bacteriana em alginato de cálcio (Chung, Huang e Tseng,
1996; Chung et al., 2000; Chung, Huang e Tseng, 2001), esterco de cavalo, lodo, mistura de
solo e algas, mistura de esterco de porco e serragem (Barona et al., 2004), turfa (Ottengraf et
al., 1986; Cabral e Belli, 2002), lava solidificada (Cho, Ryu e Lee, 2000), bagaço de cana
(Christen et al. 2002; Tacla, 2004), solo (Rodrigues, 2002), contas de alginato/quitosana (Maia,
2003), lodo granular (Malhautier et al., 2003), carvão ativado (Duan et al.,2006; Ma, Yang e
Zhao, 2006) e espuma de poliuretano (Rodrigues, 2002; Maia, 2003; Rocha, 2007).
• Espuma de poliuretano
A espuma de poliuretano é um material muito versátil (variando desde os bem
conhecidos blocos de espuma elástica para colchões até espumas quase rígidas para
4
CLARK, R.; WNOROWSKI, A. Biofilters for sewer pump station vents: influence of matrix formulations on the capacity
and efficiency of odorant removal by an experimental biofilters. Biotechniques for Air Pollution Abatement and
Odour Control Policies. Elsevier, The Netherlands, p. 183-186, 1991.
5
BOHN, H.L. Biofilter media. Air & Waste Manage. Assoc. 98
th
Annual Meeting & Exhibition. Nashville, Tennesee, 98-
WP87A-01, 1996.
25
brinquedos, automotivos e calçados), pois segundo os aditivos e sistemas de fabricação
utilizados, consegue-se obter características muito diferentes e destinadas para usos
diferentes, tais como: em colchões como componente principal ou como integrante de
capas; em móveis, sofás, cadeiras etc.; na construção civil como isolante térmico e como
enchimento; na indústria automotiva como elemento principal dos bancos, estofamentos
etc.; dentre outras diversas aplicações (ESPUMA, 2007).
Moe e Irvine (2000 a,b) monitoraram este material desde a etapa de produção até
sua utilização em biofiltros. Os autores citaram que este meio suporte pode ser preparado
com materiais hidrofílicos promovendo uma reumidificação mais eficiente no caso de
problemas de secagem do leito. Rodrigues (2002), Maia (2003) e Rocha (2007) também
preencheram seus biossistemas com esse material suporte no tratamento de H
2
S.
Rocha (2007) verificou que a espuma de poliuretano apresentou um ótimo teor de
umidade, cujo valor aproximado foi de 92%. Nos ensaios de perda de carga, o autor
observou valores abaixo de 0,8.10
-2
mca. Apesar de ser um valor superior aos encontrados
por Moe e Irvine (2000b), Rodrigues (2002) e Maia (2003), que verificaram perdas de carga
sempre inferiores a 0,2.10
-2
mca, ainda assim foi definido, por si só, como ótimo.
Em contraposição, Ramírez-Lopez et al. (2003) afirmaram que, pelo fato de estarem
disponíveis em grandes quantidades, a utilização de produtos de origem agrícola seria uma
alternativa viável aos meios suportes convencionais como a turfa, por exemplo.
• Bagaço de cana
O bagaço de cana surgiu como alternativa, após sua valorização biotecnológica ter
sido demonstrada por Pandey et al.
6
(2000) e Mitchel et al.
7
(1992) apud Christen et al.
(2002).
6
PANDEY, A.; SOCCOL, C. R.; NIGAM, P.; SOCCOL, V. T. Bioresource Technology, v. 74, p. 69, 200.
7
MITCHELL, D.A.; TARGONSKI, Z.; ROGALSKI, J. LEONOWICZ, A. Solid Substrate Cultivation. Elsevier, London, p. 29-52,
1992.
26
Tacla (2004) também fez referências às vantagens da utilização do bagaço de cana
como suporte de imobilização para os microrganismos, no sentido de que se trata de um
material tido como o maior resíduo da agroindústria brasileira. A autora salienta que as
próprias usinas utilizam este bagaço como fonte energética, substituindo o óleo combustível
no processo de aquecimento das caldeiras para a geração de energia elétrica.
• Fibra de coco
O consumo da água de coco verde no Brasil é crescente e significativo. Estima-se
que a produção anual de coco seja na faixa de 1,5 bilhões de unidades, estando o país
entre os 10 maiores produtores da fruta no mundo. Já a produção da fibra de coco
brasileira é superior a 7 mil toneladas. Da indústria de processamento de coco verde ou
maduro, origina-se uma quantidade significativa de resíduos dos quais as cascas de coco,
entre 80% a 85% do peso bruto do fruto, são geralmente utilizadas como combustível em
caldeiras, sendo outra parte depositada em lixões e às margens de estradas.
Portanto, a valorização do resíduo sólido, com a utilização da casca do coco verde
processada, além da importância econômica e social, é extremamente importante do
ponto de vista ambiental (FIBRA DE COCO, 2007).
De acordo com Gabriel et al. (2007), que monitorou pelo período de um ano um
biofiltro preenchido com fibra de coco no tratamento de amônia, este material tem
algumas propriedades interessantes, como a alta capacidade de armazenamento de água
e relação balanceada de Carbono/Nitrogênio/Fósforo.
3.4.2.2 Teor de Umidade
Gostomski, Sisson e Cherry (1997) estudaram, especificamente, a influência da
umidade no processo de biofiltração. Os autores afirmaram que, embora os biofiltros possam
ser operados de forma estável por anos, uma das condições mais importantes é manter a
quantidade de água suficiente no leito. Na maioria dos reatores biológicos, água está em
27
excesso e é facilmente manipulada. Nos biofiltros, o material suporte não é normalmente
saturado e não possui uma fase de fluxo livre de água.
Os autores comentaram ainda sobre a forma como a umidade afeta tanto os
mecanismos físicos quanto biológicos do sistema. A umidade em excesso causa o aumento
da perda de carga no sistema. Por sua vez, estas altas perdas de carga aumentam os custos
de operação para o recalque do fluxo gasoso para o biofiltro. Outro problema da umidade
em excesso é promover limitações com relação aos aspectos difusionais no leito,
especialmente para compostos com baixa solubilidade em água.
Por outro lado, a quantidade inadequada de água pode reduzir a degradação
microbiológica do leito, visto que isto causa a baixa atividade do biofilme (NEAL e LOEHR,
2000).
3.4.2.3 pH – Potencial Hidrogeniônico
No processo de biofiltração o pH neutro é considerado ideal. O valor usual para o
processo encontra-se na faixa de 6 a 8, embora em alguns casos, por exemplo, no
tratamento de compostos reduzidos de enxofre, valores de pH tão baixo quanto 2 e 4
tenham sido observados (Furusawa et al.
8
, 1984; Webster et al.
9
, 1996 apud Devinny,
Deshusses e Webster, 1999) sem importantes perdas de performance nas eficiências de
remoção. Morgan-Sagastume e Noyola (2006) observaram um decréscimo nos valores de
pH de 7,5 para 4,5 durante os primeiros 25 dias de operação de seu sistema na remoção de
sulfeto de hidrogênio também sem nenhum comprometimento aos reatores com relação à
eficiência de remoção.
No trabalho de Chung, Huang e Tseng (1996), o pH não apresentou variações
durante o experimento, mantendo-se em faixa próxima a neutralidade. Em Duan et al.
(2006), a população bacteriana demonstrou capacidade de degradação de H
2
S em ampla
8
FURUSAWA, N.; TOGASHI, I.; HIRAI, M. SHODA, M.; KUBOTA, K. Removal of H
2
S by a biofilter with fibrous PEAT. Journal
of Fermentation Technology, v. 62, p. 589, 1984.
9
DEVINNY, J.S.; TORRES, E.M.; BASRAI, S.S.. Biofiltration of odors, toxics and volatile organic compounds from publicy
owned treatment works. Environmental Progress, v.15, p. 141, 1996.
28
faixa de pH (1-7), sem comprometer a eficiência de remoção. Ma, Yang e Zhao (2006)
alertaram sobre a possibilidade de valores de pH consideravelmente altos em virtude da
formação de produtos não ácidos em excesso no sistema.
3.4.2.4 Temperatura
Os microrganismos aeróbios que normalmente estão presentes nos biofiltros são os
mesófilos e, portanto, a temperatura deve ser mantida na faixa de 20º C a 40º C, com valor
ótimo de 35º C (DEVINNY, DESHUSSES e WEBSTER, 1999). O problema das altas temperaturas
está ligado ao fato de que a reação ocorre tão rapidamente que a coordenação
metabólica é dilacerada. Por outro lado, se a temperatura do sistema for baixa, observa-se
a redução do metabolismo e da atividade celular dos microorganismos, o que reduz a
remoção dos poluentes (TACLA, 2004).
3.4.2.5 Concentração dos poluentes
Picos de alta concentração de poluentes podem afetar sobremaneira a população
microbiana. Tal fato pode ser observado principalmente em Jorio et al. (2000), no qual foi
avaliado o impacto da sobrecarga de vapor de xileno em biofiltro. Os autores verificaram
que o poluente foi “arrastado” do sistema antes que a sua degradação fosse completada.
Burguess, Parsons e Stuetz (2001) afirmaram que o desempenho do biofiltro é afetado tanto
pela concentração média de entrada como também pela sua variabilidade.
3.4.2.6 Nutrientes
A operação de um biofiltro com bom desempenho requer que os nutrientes estejam
disponibilizados na forma e na quantidade que atenda à necessidade da atividade
microbiana. O meio composto orgânico apresenta vantagem em relação à presença de
nutrientes, uma vez que estes estão naturalmente presentes no meio. O composto pode ser
29
preparado das mais variadas formas, sempre como mistura de vários elementos, tais como
resíduos de plantas e lodo de ETEs (TACLA, 2004).
Os materiais suportes inorgânicos tais como pedra, carvão ativado, peças plásticas
ou espuma de poliuretano não contêm suprimento apropriado de nutrientes; portanto eles
devem ser adicionados, quando o biofiltro é colocado em operação, sob a forma de sais
de nitrogênio, fósforo e potássio solubilizados em água. Moe e Irvine (2000b), utilizando meio
sintético (espuma de poliuretano), verificaram que as limitações de nutrientes foram
freqüentes, o que causou a rápida diminuição do desempenho do biofiltro.
30
3.4.3 Parâmetros de projeto e operação de biofiltros
Os termos estabelecidos na literatura e as relações comumente utilizadas para
descrever o desempenho de biofiltros estão resumidos na Tabela 3.6 (DEVINNY, DESHUSSES e
WEBSTER, 1999; METCALF e EDDY, 2002).
Tabela 3.6 - Parâmetros utilizados para o projeto e análise de biofiltros.
Parâmetro Equação Definição
Tempo de residência
do leito vazio
TRLV = Vf / Q
Tempo de residência
verdadeiro no filtro
TRV = Vf . ε / Q
Taxa de carregamento
superficial
TCS = Q /Af
Taxa de carregamento
mássico superficial
TCMS = Q.C
0
/ Af
Taxa de carregamento
volumétrico
V = Q / Vf
Taxa de carregamento
mássico volumétrico
TCMV = Q . C
0
/ Vf
TRLV = tempo de residência do leito vazio (h)
Vf = volume total do leito filtrante (m³)
Q = vazão volumétrica (m
3.
h
-1
)
TRV = tempo de residência verdadeiro (h,
min, s)
ε = porosidade do leito filtrante
TCMS = taxa de carregamento superficial
(m³.m
-
².h
-1
)
Af = área superficial do leito filtrante (m²)
TCMV = taxa de carregamento volumétrico
(m³.m
-
³.h
-1
)
ER = eficiência de remoção (%)
Eficiência de remoção
ER = (C
0
– Cs) / Ce.100
C
0
= concentração entrada de gás (g.m
-
³)
Capacidade de
eliminação
CE = Q (C
0
– Cs) / Vf
CE = capacidade de eliminação (g.m
-
³.h
-1
)
Cs = concentração saída de gás (g.m
-
³)
Fonte: METCALF e EDDY (2002)
31
O dimensionamento de biofiltros baseia-se, comumente, no tempo de residência no
leito, na taxa de carregamento e na capacidade de eliminação dos gases. O tempo de
residência do leito vazio (TRLV) é utilizado para definir as relações entre o volume de leito e a
vazão volumétrica de gás. O tempo de residência verdadeiro é determinado pela
incorporação da porosidade à fórmula. A capacidade de eliminação é utilizada para
comparar desempenho de diferentes sistemas de controle de gases.
Valores essencialmente lineares de capacidade de eliminação para taxa de
carregamento crítica têm sido observados no tratamento de sulfeto de hidrogênio e outros
compostos odorosos, conforme pode ser observado na Figura 3.5 (METCALF e EDDY, 2002):
Figura 3.5: Capacidade de eliminação típica (CE) como função da taxa de carregamento
mássica aplicada (TCM). (A relação é linear até um valor crítico, após o qual a capacidade
de eliminação aborda um máximo valor assintoticamente).
Fonte: METCALF e EDDY (2002).
Os critérios típicos para projetos de biofiltros são encontrados na Tabela 3.7.
32
Tabela 3.7 – Fatores típicos para o projeto de biofiltros
Item Unidade Valores
Concentração de oxigênio
Partes de oxigênio / partes
de gases oxidável
100
Mistura
Leito composto % 50-65
Meio Sintético % 55-65
Temperatura, ótimo °C 15-35
pH adimensional 6-8
Tempo de residência do gás s 30-60
Altura do leito m 1-1,25
Concentração de gás
poluente afluente
g.m
-3
0,01-0,5
Taxa de carregamento
superficial
m
3.
m
-2
.h
-1
10-100
Taxa de carregamento
volumétrico
m
3.
m
-3
.h
-1
10-100
Taxa de eliminação
(capacidade) H
2
S (em leito
composto)
g.m
-3
.h
-1
80-130
Fonte: METCALF e EDDY (2002)
33
3.4.4 Modelos matemáticos aplicados ao processo de biofiltração
Diversos modelos matemáticos têm sido desenvolvidos para tentar descrever o
processo de biofiltração, conforme pode ser observado na Tabela 3.8:
Tabela 3.8 – Resumo das principais características de alguns modelos matemáticos
aplicados ao processo de Biofiltração.
Modelo Características Solução Válido para
Aplicação de
projeto
Ottengraf e Van
de Oever (1983)
Modelo simples de
estado-estacionário,
assume cinética de
ordem um e zero
Analítica
Turfa e
Composto
Possível com algumas
restrições devido as
hipóteses cinéticas
Devinny e Hodge,
1995
Modelo dinâmico,
assume sólido
uniforme/fase água
Numérica,
diferenças finitas
Carvão e
composto
Possível por alguns
aspectos
Deshusses et al.,
1995
Modelo dinâmico,
inclui sorção e
inibição cruzada
entre os poluentes
Numérica,
diferenças finitas
Composto Possível/ difícil
Cherry e
Thompson, 1997
Modelo dinâmico,
inclui limitação pelo
nutriente,
crescimento celular
e consumo de
poluente pela célula
para propósito de
manutenção celular
Numérica
Hexanos
misturados,
composto
Incerto
Zarook et al, 1997
Modelo dinâmico,
inclui sorção e
inibição cruzada
entre os poluentes
Estado quase-
estacionario e
solução
numérica geral
Turfa; remoção
de benzeno e
tolueno
Possível/ difícil
Fonte: Adaptado de DEVINNY, DESHUSSES E WEBSTER (1999)
Dentre os modelos apresentados na Tabela 3.8, o único que apresenta solução
analítica para o processo é o de Ottengraf e Van de Oever (1983). Os autores foram os
primeiros a apresentar a microcinética de degradação nos biofiltros. Este modelo baseia-se
nos desenvolvimentos feitos para a biodegradação de substratos não adsorvíveis em
34
biofilmes submersos por Jennings, Snoeyink e Chanin
10
(1976) apud Devinny, Deshusses e
Webster (1999).
Ottengraf e Van de Oever (1983) somente adaptaram seu modelo para acomodar
biofilmes de fase gasosa e líquida. Os autores também incluíram o estudo de três situações
básicas, nas quais se espera que sejam comumente encontradas em biofiltros para
tratamento de efluentes gasosos, como por exemplo, cinéticas de ordem um, cinética de
ordem zero com limitação da velocidade de reação e cinética de ordem zero com
limitação da velocidade de difusão.
O princípio do modelo supõe que o fluxo gasoso que escoa no interior do biofiltro
seja do tipo pistonado, e que a degradação siga a típica equação de Monod. Diversos
trabalhos experimentais (Yang e Allen, 1994); Chung, Huang e Li, 1997 e Oyarzún et al., 2003)
demonstraram que as cinéticas de ordem zero são tipicamente observadas nos biofiltros
durante a biodegradação de diversos compostos voláteis, mesmo em concentrações muito
baixas.
Ainda de acordo com a proposta do modelo, o material suporte é cercado pelo
biofilme no qual ocorre a transferência das moléculas de poluente e de oxigênio dispersas
na fase gasosa. Devido à atividade metabólica dos microrganismos aeróbios, forma-se um
gradiente de concentração responsável pela transferência contínua do poluente da fase
gasosa à fase líquida. Ao mesmo tempo, os produtos da biodegradação aeróbia (CO
2
, H
2
O,
compostos inorgânicos, etc.) difundem-se na direção oposta, sendo arrastados pelo fluxo
ascendente e, conseqüentemente, expurgados do biofiltro.
O modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983) baseia-se nas seguintes hipóteses:
a) cinética: dois casos limitantes (ordem 0 e ordem 1), nas concentrações de
nutrientes, sendo que o oxigênio é implicitamente admitido como estando em excesso,
embora a limitação por oxigênio na cinética tenha sido ignorada;
10
JENNINGS, P.A.; SNOEYINK, V.L.; CHANIN, E.S.K. Theoretical model for a submerged biological filter. Biotechnology
Bioengineering, v.18, p.1249, 1976.
35
b) a espessura do biofilme (δ) é pequena comparada com o diâmetro das partículas
suporte, sendo utilizada por todo o leito, a despeito das mudanças nas concentrações dos
gases poluentes ao longo da coluna;
c) o transporte dos nutrientes para o biofilme ocorre por difusão;
d) o fluxo da fase gasosa é do tipo pistonado.
Com relação às hipóteses supracitadas, sabe-se que muitas são bem razoáveis,
outras são muito restritivas. A primeira pode ser explicada pela correlação empírica para a
transferência de massa gás/líquido (Thoenes, 1958 apud Devinny, Deshusses e Webster
(1999). O comportamento do fluxo pistonado pode ser realizado experimentalmente pela
medida da dispersão de um pulso de um traçador inerte dentro do biofiltro. A análise da
distribuição do tempo de residência demonstrou que em muitos casos, para biofiltros
operando sob condições padrão (TRLV de 0,5 a 2 min), o fluxo pistonado ocorre.
Existem grandes incertezas com relação ao valor da difusividade efetiva (até duas
ordens de magnitude). Os biofilmes diferem bastante e a medida experimental da difusão
efetiva em biofilmes é muito difícil, sendo que coeficiente de difusão pode variar com a
profundidade do biofilme, devido a acumulação de exopolímeros produzidos pelo processo
de cultura.
A questão da geometria está muito provavelmente errada, porém, devido não haver
uma “geometria universal de biofilme”, adotar a geometria como sendo plana é aceitável.
As três possíveis situações de operação previstas no modelo de Ottengraf e Van de
oever (1983) são: cinética de ordem 1, cinética de ordem zero com limitação pela
velocidade de reação e cinética de ordem zero com limitação pela velocidade de difusão.
A principal razão para isto é que estas condições permitem uma solução analítica de
equações diferenciais. Todavia, trata-se de uma limitação importante do modelo, porque
duas ou três destas situações podem muito bem ser encontradas no mesmo biofiltro, mas em
diferentes posições em seu interior. A simplificação das cinéticas das três situações está
resumida na Figura 3.6.
36
Figura 3.6: Três situações para a expressão cinética considerada por Ottengraf e Van de
Oever (1983).
A geometria considerada por Ottengraf e Van de Oever (1983) para seu modelo
biofísico é apresentada na Figura 3.7 (considerando limitação pela difusão, pois se
considerarmos que a reação limita o processo, não existe a zona de livre reação):
Figura 3.7: Modelo biofísico de penetração do substrato (considerando a limitação pela
difusão)
Fonte: OTTENGRAF e VAN DE OEVER (1983).
37
Os resultados para a concentração do poluente na fase gasosa com respeito a
altura do biofiltro para cinética de ordem zero, com limitação pela difusão, são dadas pela
Equação 3.9:
2
0
0
0
2
1
−=
δ
mC
aDK
v
h
C
Cs
seff
a
(3.9)
Em que:
C
s
é a concentração de saída do gás (g.m
-3
);
C
0
é a concentração de entrada do gás (g.m
-3
);
h é a altura do biofiltro (m);
v
a
é a velocidade superficial (m.s
-1
);
K
0
é a constante de reação de ordem zero (g.m
-3
.
s
-1
);
m é o coeficiente de distribuição (partição gás-líquido), conforme ditado pela lei de Henry;
a
s
é a área específica (m².m
-3
);
D
eff
é o coeficiente de difusividade efetiva (m².s
-1
);
δ é a espessura do biofilme (m).
Zarook, Shaikh e Ansar (1997) afirmaram que embora este modelo seja baseado em
algumas hipóteses simplistas, ele é amplamente utilizado devido à facilidade de obtenção
das expressões analíticas que a solução do modelo oferece. Com isso, essas simples
expressões analíticas não têm sido usadas apenas na validação de dados experimentais
obtidos em sistemas de bancada, mas também nos projetos de unidades piloto de biofiltros.
Cabe ressaltar que a aplicabilidade deste modelo a qualquer mistura gasosa
composta por diversos poluente é limitada pela complexidade teórica do sistema, pois
ocorre a biodegradação dos vários compostos simultaneamente. Isso significa que, em
presença de correntes gasosas com vários poluentes, são necessários ensaios em escala
38
piloto para planejar corretamente sistemas em escala industrial (ZAROOK e SHAIKH, 1997;
CONVERTI e ZILLI, 2001).
Um dos trabalhos mais relevante sobre remoção de H
2
S em biofiltros, cuja
modelagem tenha sido baseada no modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983), foi o
realizado Oyarzún et al. (2003). Os autores obtiveram altas capacidades de eliminação (até
55 g.m
-
³.h
-1
, sendo que o sistema alcançou eficiências de 100% quando alimentado com 255
ppm de H
2
S e vazão de 0,039 m³.h
-1
. Quando a concentração de entrada de H
2
S foi
aumentada, as eficiências de remoção decresceram, atingindo 90 e 60% a 0,070 m³.h
-1
e
0,140 m³.h
-1
, respectivamente.
Especificamente na modelagem, os autores consideraram a difusão como fator
limitante do seu sistema. Na Figura 3.8 é apresentado o gráfico, considerando limitação pela
difusão, para concentração de entrada de 257 ppm. Conforme pode se observado, esta
abordagem simples ajusta-se razoavelmente bem aos dados experimentais e pode ser
utilizada para prever performances gerais e projetos de biofiltros.
t (s)
Figura 3.8: Previsão do processo de biofiltração de acordo como o modelo semi-empírico
baseado no modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983), no caso de limitação da difusão,
para concentrações de entrada de H
2
S de 257 ppmv.
Fonte: OYARZÚN et al. (2003).
39
3.4.5 Resultados de pesquisas
Em um dos trabalhos pioneiros sobre a biofiltração de sulfeto de hidrogênio, Van
Langenhove et al. (1986) utilizaram lascas de madeira como material suporte, por afirmarem
que o material promovia menor perda de carga do que a turfa, até então os únicos recheio
utilizados, além de possuir menores custos variáveis. Utilizaram um biofiltro com altura de leito
de 0,9 m, com carga superficial de 65 m³.m
-
².h
-1
(o equivalente a 10 ppm de H
2
S) e
verificaram que o gás foi eficientemente eliminado do fluxo no qual estava inserido.
Estabeleceram a umidade do meio suporte como parâmetro mais importante para o bom
funcionamento do filtro, sendo o valor ótimo de 65%. Ainda sobre a umidade, os autores
verificaram que pareceu ser preferível promover condições de umidade relativa de ar na
entrada do biofiltro em detrimento ao jateamento na parte superior do mesmo.
Os autores fizeram referências aos processos de absorção e adsorção, afirmando
que esses fatores não prevaleceram no mecanismo de biofiltração. No tocante a oxidação
do sulfeto, verificaram ser o sulfato o produto da oxidação. Também fizeram referências à
oxidação química, a qual afirmaram ser muito lenta, atribuindo, portanto, a maior parte da
oxidação do poluente ao mecanismo de oxidação biológica.
Chung, Huang e Tseng (1996) isolaram Thiobacillus thioparus CH11 em alginato de
cálcio para produzir pellets de material suporte para a biorremoção de H
2
S utilizando
biofiltro. Avaliaram a influência de alguns parâmetros operacionais (tempo de retenção do
gás, temperatura e a concentração afluente de H
2
S) na eficiência de remoção, bem como
na capacidade de eliminação do sistema. Conseguiram manter níveis elevados de
eficiência de remoção durante a operação e observaram que o tempo de retenção ótimo
do gás foi de 28 s, visto que este tempo correspondeu a eficiências de remoção maiores
que 98%. É um dos poucos trabalhos na literatura em que pode ser observado que a
variação de pH foi insignificante durante a operação do sistema. A carga de enxofre ótima
para o sistema foi de 25 g.m
-
³.h
-1
. É interessante observar que os autores estabeleceram os
critérios necessários para o amento de escala desse sistema e realizaram balanços de
enxofre para as várias cargas aplicadas no sistema.
40
Operando um biofiltro em escala piloto durante 45 dias, Shojaosadati e Elyasi. (1999)
removeram eficientemente sulfeto de hidrogênio de ar contaminado. O lodo da indústria
de curtumes foi inoculado em um composto de cogumelos, misturado com ostras na
proporção concha/composto, 1:5, que foi utilizado para tamponar o leito devido ao
declínio do pH durante a operação. Eficiências maiores que 99% de H
2
S foram atingidas. O
valor ótimo de pH durante a operação ficou entre 6-7.
Chung et al. (2000) utilizaram o Thiobacillus thioparus CH11 - aplicado no tratamento
de H
2
S (10 a 100 ppm) como único gás poluente em Chung, Huang e Tseng (1996) - e a
Nitrosomonas europaea - capaz de tratar NH
3
a várias concentrações (10±100 ppm) em
Chung & Huang (1998) apud Chung et al. (2000) -, no tratamento de mistura gasosa
composta por H
2
S e NH
3.
Os microrganismos foram imobilizados com alginato de cálcio
(técnica considerada eficiente em Chung, Huang e Tseng, 1996) e inseridos no biofiltro. Os
autores monitoraram a eficiência e a cinética de remoção, a perda de carga, bem como
as relações de H
2
S/NH
3
. De acordo com os resultados obtidos, verificaram que a eficiência
global de remoção permaneceu constante, independentemente das relações H
2
S/NH
3
utilizadas. Notaram que a concentração de NH
3
teve pouca influência na eficiência de
remoção de H
2
S, embora tenham verificado que altas concentrações de H
2
S e NH
3
suprimiram significativamente a remoção de NH
3
. Por meio da análise do produto, os autores
puderam verificar que o controle da concentração de entrada de H
2
S e NH
3
poderia evitar
a acidificação do sistema e, dessa forma, permitir a estabilidade operacional. Os autores
estabeleceram, ainda, critério para a operação do biofiltro, que cumpre os padrões atuais
de emissões de H
2
S e NH
3
(0,1 e 1 ppm) no local de estudo - Taiwan
.
Definiram que a máxima
concentração afluente não deveria exceder 58 ppm para H
2
S e 164 ppm para NH
3
e o
tempo de residência deveria ser mantido em 72 s.
Dando continuidade aos estudos de remoção da mistura gasosa constituída por H
2
S
e NH
3
em biofiltros, Chung, Huang e Tseng (2001) estudaram várias relações da respectiva
mistura, tendo como material suporte, células co-imobilizadas de Arthrobacter oxydans CH8
para NH
3
e Pseudomonas putida CH11 para H
2
S. Similarmente a Chung et al. (2000), os
autores realizaram testes para determinar a eficiência e cinética de remoção, bem como a
41
perda de carga dos biossistemas. Eficiências de remoção maiores que 95% para NH
3
e 90%
para H
2
S foram observadas, independente das relações das misturas de H
2
S e NH
3
. De
acordo com os resultados, os autores verificaram que a remoção de H
2
S do sistema foi
afetada sobremaneira por altas concentrações de H
2
S e NH
3
, constatação contrária àquela
feita por Chung et al., (2000), na qual altas concentrações de ambos os poluentes afetaram
a concentração de NH
3
. No caso de altas concentrações de NH
3
, a parca eficiência de
remoção de H
2
S pôde ser atribuída à acidificação do biofiltro, fenômeno causado pelo
acúmulo de metabólito ácido de NH
3
. Utilizando um modelo baseado na equação de
Michaelis-Menten, perceberam que as concentrações máximas afluentes (estimadas pelo
modelo) refletiram bem os dados experimentais para velocidades de 50 a 150 h
-1
.
A desodorização biológica do sulfeto de hidrogênio foi estudada, aplicando-se lava
como material de fixação para o Thiobacillus thiooxidans, por Cho, Ryu e Lee (2000). Para
tanto, os autores testaram três diferentes amostras de lava, que definiram como A, B e C. As
capacidades de retenção de umidade das amostras A, B e C foram 0,38; 0,25 e 0,47 g
H
2
O/g lava, respectivamente. O pH e a densidade das amostras analisadas ficaram na faixa
de 8,25 a 9,24 e 920 a 1190 Kg.m
-3
, respectivamente. Os biofiltros A e C apresentaram
capacidade de remoção de 428 g S.m
-3
h
-1
quando foram alimentados com carga afluente
de 428 g S.m
-3.
h
-1
e velocidade superficial de 300 h
-1
. O biofiltro B, submetido a mesma carga
de entrada e velocidade superficial apresentou capacidade de remoção menor, de 396 g
S.m
-3
h
-1
. As cargas críticas dos sistemas A, B e C, para velocidade superficial de 400 h
-1
, foram
396, 157 e 342 g S.m
-
³h
-1
, respectivamente. Com o trabalho, os autores concluíram que a
lava porosa é um bom material suporte para a fixação de microrganismos em sistemas de
biofiltração.
Elias et al. (2002) utilizaram material suporte baseado em esterco de porco e
serragem no processo de biofiltração. O biofiltro foi construído com três módulos removíveis
e a operação foi realizada durante 2500 h, período no qual a taxa de carregamento
mássico de H
2
S foi aumentada de 10 até 45 g.m
-3
h
-1
para duas velocidades superficiais de
gás (100 e 200 m.h
-1
). As eficiências de remoção do biofiltro inteiro, considerando os três
módulos, deveram-se principalmente a atividade de degradação dos módulos 1 e 2. O
42
material de enchimento provou ser quimicamente e mecanicamente apropriado durante
todo o período de operação. O principal produto obtido no processo de biodegradação foi
o enxofre elementar, sendo este quantificado como mais de 82% do total de enxofre
acumulado no material suporte, acompanhado por sulfatos e tiossulfatos (<18%). Os autores
notaram que a deposição de enxofre não provocou a colmatação do leito para o período
de operação estudado e o biofiltro foi facilmente limpo por retrolavagem.
Malhautier et al. (2003), baseados nas características físico-químicas do lodo
granulado, resolveram utilizar este material como suporte de imobilização para os
microrganismos na biofiltração de sulfeto de hidrogênio. Para tanto, dois biofiltros em escala
piloto foram utilizados. Aplicaram carga volumétrica de 680 gH
2
S.m
-3
.dia
-1
e 85 gNH
3.
m
-3
.dia
-1
,
durante 8 semanas em leito vazio, depois aplicaram a mesma carga em outra coluna
preenchida com logo granular e, principalmente, alimentada com amônia. A eliminação
da amônia e do sulfeto de hidrogênio ocorreu nos biofiltros de forma simultânea. As
eficiências de remoção de H
2
S e NH
3
atingidas foram altas, e similares às observadas em
Chung, Huang e Tseng (2001): 100% e 80% para as colunas empacotadas com lodo ativado
e, principalmente, amônia; 100 e 80% para as colunas também empacotadas com lodo
ativado, mas tendo como principal substrato o H
2
S. Uma observação interessante neste
trabalho foi o erro no balanço de massa do nitrogênio em ambos os sistemas (valores em
torno de 36%), devido ao processo de desnitrificação, provocado pela possível ocorrência
de zonas anaeróbias. Os autores fizeram afirmações no sentido de que a oxidação de altas
quantidades de sulfeto de hidrogênio pode ter influenciado a atividade nitrificante, devido
algum estresse ambiental sobre o crescimento e a atividade desses organismos.
Morgan-Sagastume et al. (2003), investigaram mudanças nas propriedades físicas de
um biofiltro preenchido com composto tratando sulfeto de hidrogênio. Colunas de biofiltros
em escala de bancada preenchidas com composto, consistindo de composto maturado
derivado de alimentos, folhas, resíduos de jardinagem e excremento de cavalo, foram
utilizadas. As eficiências de remoção de H
2
S decresceram de 100 para 90% após 206 dias de
operação. Os autores concluíram que a variação no conteúdo da mistura e na área
43
superficial específica pode explicar o decréscimo da eficiência de remoção com o tempo.
Também mencionaram que o acúmulo de SO
4
, que reduziu o pH de 7,5 para 4,5, poderia ser
um importante fator. Após misturarem novamente o meio composto, a eficiência de
remoção retornou ao patamar de 100%.
Barona et al. (2004) testaram 4 materiais suportes orgânicos (esterco de cavalos,
lodo, solo e algas, esterco de porco e serragem) na biofiltração de sulfeto de hidrogênio.
Atingiram as maiores eficiências de remoção de H
2
S para concentrações na faixa entre 0,03
a 0,32 g.m
-
³, quando preencheram o sistema com material baseado na mistura de esterco
de porco e serragem. Após selecionarem este material, estudaram a reposta do sistema a
mudanças graduais e repentinas na taxa de carregamento e na vazão de H
2
S. A
combinação de altas concentrações de gás afluente (0,28 g.m
-
³) e altas vazões (1,3 m³.h
-1
),
com tempo de residência do leito vazio menor que 22 s) requereram a instalação de dois
biofiltros em série, a fim de assegurar que a taxa de carregamento mássico efluente fosse
menor que 15 g.m
-
³h
-1
. Os autores notaram que o material utilizado como enchimento foi
apto a recuperar as altas taxas de degradação após período de interrupção no suprimento
de substrato, contudo o aumento na vazão de 0,81 para 1,85 m
-
³.h
-1
inverteu a capacidade
de eliminação (um subseqüente aumento nas quantidades de contaminante efluente não
degradado), mesmo quando a concentração afluente de H
2
S foi gradualmente diminuída
de 0,55 para 0, 26 g.m
-
³.
Lee, Cho e Ryu (2005) isolaram Acidithiobacillus thiooxidans a partir de lodo ativado
para inoculá-lo em biofiltro utilizado para o tratamento de H
2
S e NH
3.
Notaram que, quando
o H
2
S foi o único poluente a ser introduzido ao sistema, manteve-se a eficiência de remoção
em quase 100% até que a concentração afluente de H
2
S atingisse 900 µL.L
-1
e a velocidade
superficial 500 h
-1
, na qual a quantidade de H
2
S eliminado foi de 810 g S.m
-
³.h
-1
. Contudo,
quando a NH
3
(50 – 500 µL.L
-1
) foi simultaneamente adicionado ao sistema de forma
concomitante ao H
2
S, a máxima quantidade de eliminação do H
2
S decresceu para 650 g
S.m
-
³.h
-1
. A inibição da remoção de H
2
S pelas baixas concentrações de NH
3
(50 - 200 µL.L
-1
)
foi similar aquela obtida para altas concentrações de NH
3
(300 - 500 µL.L
-1
). A carga crítica
44
de entrada de H
2
S, que resultou em mais de 99% de remoção, foi estabelecida como sendo
de 400 g S.m
-
³h
-1
, em presença de amônia.
Duan et al. (2006) avaliaram a viabilidade da utilização de carvão ativado como
material suporte no processo de biofiltração de H
2
S, por meio do balanço ótimo e da
combinação da capacidade de adsorção do carvão somada à biodegradação do
poluente pelas bactérias imobilizadas no material. Operaram dois biofiltros, com dimensões
idênticas, em escala de bancada, sendo um preenchido com carvão biológico ativado e
outro com carvão virgem, sem imobilização bacteriana. Várias concentrações afluentes de
H
2
S (até 125 ppm) foram utilizadas para determinar o desempenho ótimo das colunas. Um
rápido período de partida (de poucos dias) foi observado. Para carga de carregamento
volumétrico de 1600 m
3.
m
-1
.h
-1
(87 ppm de concentração afluente do gás), a capacidade
de eliminação do carvão biológico ativado foi de 181 g H
2
S.m
-3.
h
-1
e a eficiência de
remoção atingida foi de 94%. A população bacteriana demonstrou capacidade de
degradação de H
2
S em uma ampla faixa de pH (1-7). Há evidências experimentais de que o
carvão biológico ativado utilizado poderia ser novamente introduzido no biofiltro
anteriormente preenchido com o mesmo.
No primeiro trabalho sobre biodepuração de gases, desenvolvido pelo Laboratório
de Controle Ambiental, vinculado ao departamento de Engenharia Química da
Universidade Federal de São Carlos, Rodrigues (2002) imobilizou Thiobacillus thioparus e
Pseudomonas Putida em biofiltro preenchido com espuma de poliuretano e solo para
investigar a biorremoção de sulfeto de hidrogênio. As concentrações afluentes variaram de
15 a 245 ppm, todavia o meio suporte solo apresentou dificuldades operacionais. Somou-se
a isso o fato de que a cultura de Pseudomonas Putida não ter se adaptado como o
esperado, vide Chung, Huang e Tseng (2001). Portanto, o estudo foi realizado apenas para a
cultura de Thiobacillus thioparus imobilizado em espuma de poliuretano, mantendo-se a
faixa de concentração especificada, para qual as eficiências se mantiveram sempre acima
dos 90%.
Maia (2003) utilizou Thiobacillus thioparus, bactéria considerada eficiente na
remoção de H
2
S em Rodrigues (2002) e em outros diversos trabalhos, imobilizada em espuma
45
de poliuretano e contas de alginato/quitosana, no tratamento de H
2
S em biofiltro. As
dimensões dos sistemas foram idênticas àquelas de Rodrigues (2002), sendo 5 cm de
diâmetro útil e 25 cm de altura. Logo após um período de adaptação a eficiência de
remoção atingiu 98% para a coluna com alginato/quitosana e 90% para a coluna com
espuma de poliuretano.
O aprimoramento de unidade experimental de biofiltração, com relação aos
trabalhos de Rodrigues (2002) e Maia (2003), para depuração de uma corrente gasosa
contendo H
2
S foi realizado por Rocha (2007). Aproveitando a experiência dos autores que o
sucederam no tocante ao material suporte, o autor preencheu seu biossistema com espuma
de poliuretano. Foi avaliada a resposta do reator submetido ao aumento progressivo da
concentração de entrada do poluente, na faixa de 141 a 1264 ppm, aproximadamente,
para tempo de retenção de 58 s. As dimensões do biofiltro para a altura de leito e diâmetro
interno foram de 76 cm e 5,2 cm, respectivamente. Ao contrário de Rodrigues (2002) e Maia
(2003), que utilizaram culturas puras, Rocha (2007) utilizou um consórcio de microrganismos,
proveniente de uma unidade de lodos ativados. A adaptação do inóculo foi realizada por 7
dias com tiossulfato e 7 dias com o H
2
S. As perdas de carga obtidas no sistema foram
inferiores a 0,8.10
-2
mca. Obteve eficiência média do biofiltro, durante os mais de 120 dias de
operação, acima dos 96%. A umidade do leito se manteve acima de 92%. Foram
observadas capacidades de eliminação máxima (EC
máx
) de capacidade de eliminação
ótima (EC
ótimo
) de, aproximadamente, 155 g.m
-3
.h
-1
e 139 g.m
-3
.h
-1
, respectivamente. O
principal produto da degradação do H
2
S encontrado foi o enxofre elementar.
Na Tabela 3.9, podem ser verificados alguns estudos sobre biofiltração de H
2
S.
46
Tabela 3.9 - Pesquisas realizadas sobre remoção de sulfeto de hidrogênio em biofiltros.
Escala Tipo de Leito
Volume
do Leito
Poluentes tratados e
concentrações de entrada
Vazões e
tempos de
residência
Tempo de
Operação
Microrganismo
Eficiência
de
remoção
Inoculação Autor
Laboratório
Células
imobilizadas
Alginato de
Cálcio
0,7 L Corrente de Ar com H
2
S (5-100ppm)
18-150 L/h 87 dias T. thioparus
85-99%
(H
2
S)
Imobilização em Alginato de
Cálcio
CHUNG et al. (1996a)
Laboratório
Resíduo de
jardinagem
18 L
Corrente de ar com H
2
S (10-
450ppm).
1,7 m
3
/h
38s
30 dias Cultura mista
90-100%
(H
2
S)
Lodo Ativado WANI et al. (1999)
Laboratório
Células
imobilizadas
Alginato de
Cálcio
0,7 L
Corrente de ar com H
2
S (60-
120ppm),
NH
3
(60-120ppm)
36 L/h
72s
30 dias
Pseudomonas
putida,
Arthrobacter
oxydans
>90% (H
2
S)
>95% (NH
3
)
Imobilização de
Pseudomonas putida e
Arthrobacter oxydans em
alginato de cálcio
CHUNG et al. (2001)
Laboratório
Estrume de
porco +
serragem
5,9 L
Corrente de ar com H
2
S (10-45
g/m
3
.h)
13,5 – 27s 2500 horas
Cultura Mista >90% (H
2
S)
Não Houve ELIAS et al. (2002)
Real
Espuma de
Poliuretano
500 m
3
(6
unidad
es)
Efluente de Indústria de tabaco
com H
2
S (800-1200ppm)
11s 42 dias - >90% (H
2
S)
- COX & DESHUSSES (2002)
Laboratório
Lodo Granulado
10 L
Corrente de ar com H
2
S (170-
680g/m
3
.d), NH
3
(340g/m
3
.d)
-
21
semanas
Bactéria nitrificante,
bactéria oxidadora
de sulfeto
100% (H
2
S)
80% (NH
3
)
Lodo Adaptado MALHAUTIER et al. (2003)
Laboratório
Composto
Maturado
8 L Corrente de ar com H
2
S (50ppm) 10L/min 206 dias Cultura mista
90-100%
(H
2
S)
Não Houve
MORGAN-SAGASTUME et
al. (2003)
Fonte: Adaptado de SYED et al. (2006). *MM = metil mercaptana; DMS = dimetil sulfeto; DMDS = dimetil disulfeto
47
3.4.6 Considerações finais
Os trabalhos apresentados na literatura reafirmam as grandes vantagens dos sistemas
biológicos quando comparados aos sistemas físico-químicos de remoção de sulfeto em fase
gasosa, em função de serem sistemas que apresentam altas eficiências de remoção, certa
habilidade a suportar sobrecargas, baixos custos, simplicidade operacional e serem
considerados processos interessantes do ponto de vista ambiental, pois não geram os poluentes
secundários comumente produzidos pelos processos físico-químicos.
Os três tipos de reatores que atualmente dominam o tratamento biológico de fluxos
gasosos são os biofiltros, biofiltros percoladores e os biolavadores. A despeito de serem sistemas
de difícil controle operacional e apresentarem modificações de sua hidrodinâmica durante a
operação, os biofiltros têm sido mais amplamente utilizados para o tratamento de efluentes
gasosos por serem mais simples de operar, possuir custos mais baixos de implantação e
operação, e ainda, serem sistemas robustos. Eficiências de remoção maiores de 90% não são
exceções no caso dos poluentes mais comuns presentes nas emissões industriais, como álcoois,
éteres, aldeídos, cetonas e compostos voláteis monoaromáticos. Essas características fizeram
com que diversas unidades fossem instaladas e estejam em operação e muitos estudos sejam
realizados no sentido de tentar compreender melhor esse sistema.
Apesar dessa consolidação efetiva, principalmente nos países desenvolvidos, é
consenso entre os pesquisadores que o desenvolvimento e as possíveis novas aplicações desta
tecnologia dependerão da possibilidade real de utilizar novos microrganismos em cultura pura
ou consórcios selecionados para as condições peculiares presentes nos biofiltros, bem como a
utilização de materiais suporte alternativos que sejam tecnicamente, economicamente e
ambientalmente viáveis.
48
4 MATERIAIS E MÉTODOS
4.1 MICRORGANISMOS E MEIO DE CULTURA
Optou-se pela utilização de cultura mista originária de duas fontes: a) unidade de
biofiltro aerado submerso (pós-tratamento de reator anaeróbio de manta de lodo)
pertencente ao Serviço Autônomo de Água e Esgoto da Cidade de São Carlos (SAEE), b)
unidade de lodos ativados (tratamento secundário), pertencente a São Carlos S/A - Indústria
de Papel e Celulose.
No cultivo das culturas foi utilizado o meio nutricional ATCC290-S6 para Thiobacillus
sp., esse meio é composto por sais minerais que suprem as necessidades nutricionais das
bactérias, sendo sua composição descrita na Tabela 4.1.
Tabela 4.1 – Meio ATCC 290-S6
Reagente Massa (g.L
-1
)
MnSO
4
0,02
KH
2
PO
4
1,20
MgSO
4
.7H
2
O
1,80
(NH
4
)
2
SO
4
0,10
CaCl
2
0,10
FeCl
3
0,02
Na
2
S
2
O
3
10,0
A adaptação dos microrganismos foi realizada em 2 barriletes (um para cada
cultura) de 25 L com solução nutriente ATCC 290-S6 e lodo na proporção de 50% (v/v),
sendo 10 L de lodo e 10 L de meio nutriente. O barrilete foi mantido sob aeração sendo
adicionada solução nutriente a cada 48 horas (supondo-se que todo o nutriente já houvesse
49
sido consumido nesse período). A fonte de enxofre utilizada neste período foi o tiossulfato
(Na
2
S
2
O
3
).
Decorrido esse período, juntou-se as duas culturas já adaptadas à primeira fonte de
enxofre em barrilete de 50 L. Manteve-se à adição de nutriente, porém substituiu-se o
tiossulfato pelo gás sulfídrico, com a finalidade de promover a adaptação dos
microrganismos a nova fonte de enxofre.
A etapa de adaptação das culturas pode se observada na Figura 4.1.
Figura 4.1: Etapa de adaptação das culturas
4.2 ESPUMA DE POLIURETANO, BAGAÇO DE CANA E FIBRA DE COCO COMO
MEIOS SUPORTE
Para este trabalho, três tipos de suportes foram utilizados (dois orgânicos e um
sintético). Os materiais suportes empregados foram: bagaço de cana (um dos maiores
resíduos da agroindústria brasileira) e fibra de coco (muito utilizada como adubo orgânico),
de natureza orgânica; e a espuma de poliuretano, de natureza sintética.
50
O fluxograma mostrado na Figura 4.2 apresenta as etapas de preparação dos
materiais suportes orgânicos que foram inseridos nos reatores.
Figura 4.2: Etapas de preparação dos meios suportes orgânicos
Fonte: Adaptado de TACLA (2004).
Baseando-se no método explicitado em Tacla (2004), os materiais suportes orgânicos
foram coletados, secos ao ar livre e, em seguida, cominuídos em moinho de facas. Após a
moagem, os mesmos, com exceção da espuma de poliuretano, foram lavados inicialmente
com água quente, depois com água corrente e, finalmente, com água deionizada.
Após a etapa de lavagem, os meios orgânicos foram novamente secos ao ar livre,
para, em seguida, serem peneirados com a finalidade de adequar a granulometria das
partículas (na faixa de 2,6 a 5,6 mm, correspondente a 3,5 – 9 na escala MESH). Em seguida,
os mesmos foram esterilizados em autoclave (temperatura de 121º C e pressão de 1 atm).
Após a etapa de esterilização, os suportes foram secos em estufa, à temperatura de 50°C,
para em seguida serem inseridos no reator.
51
No caso do meio suporte sintético, representado pela espuma de poliuretano,
procedeu-se o corte da mesma em cubos de aproximadamente 5 mm de aresta para
manter a relação de 1:10 com o diâmetro do reator, com o objetivo de se evitar ao máximo
o efeito de parede no biofiltro (ZOTIN, 1985).
Na Figura 4.3 estão apresentados os materiais suportes utilizados neste trabalho.
Figura 4.3: Materiais suportes prontos para serem inseridos no biofiltro (da esquerda para
direita: espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco).
Com a finalidade de estabelecer o valor inicial de referência dos meios suportes, o
pH dos mesmos, com exceção da espuma de poliuretano, foi medido em água a uma
proporção de peso do material seco / volume de água de 1:9 (BARONA et al., 2004; ELIAS et
al. 2001). Cabe ressaltar, que em todos os suportes foi adicionado carbonato de sódio, na
proporção de 5% em massa em relação ao suporte, na tentativa de tamponar o sistema
pelo maior tempo possível ao longo do experimento (TACLA, 2004).
4.3. EMPACOTAMENTO DO RECHEIO
O empacotamento do recheio seguiu as mesmas etapas descritas em Moraes Júnior
(1991), Maia (2003) e Rocha (2007).
Os meios suportes foram saturados com o lodo previamente enriquecido para, em
seguida, serem inseridos no interior do biofiltro. Com o intuito de não remover o inóculo
52
presente nos poros dos materiais suporte, o empacotamento foi concluído dando-se leves
batidas na parede do reator com o auxílio de um martelo de borracha, para possibilitar
melhor acomodação do recheio. A distribuição deste dentro do reator seguiu apenas
orientação visual para tentar proporcionar o melhor acomodamento possível com a
finalidade de evitar a formação de caminhos preferenciais, zonas estagnadas ou com
diferentes compactações.
4.4 APARATO EXPERIMENTAL E CONDIÇÕES DE OPERAÇÃO
A configuração do sistema baseou-se naquela estudada por Rocha (2007). Para este
trabalho, houve a ampliação da instalação a fim de permitir a operação dos três biofiltros.
Os reatores foram construídos em acrílico e preenchidos com diferentes materiais
suportes (especificados no item 4.2), tendo 7 pontos de amostragens instalados em cada
biofiltro. A instalação destas tomadas de amostras teve a finalidade de permitir a
verificação do perfil de degradação de H
2
S ao longo do leito.
Na Tabela 4.2 são apresentadas as dimensões dos biofiltros.
53
Tabela 4.2 – Principais dimensões dos biofiltros
Parâmetro
Espuma de
poliuretano
Bagaço de
cana
Fibra de coco
Altura total (cm)
100 96 96
Altura útil (cm)
88 84 84
Diâmetro (cm)
5,2 5,2 5,2
Volume Total (cm³)
2124
2039
2039
Volume útil (cm³)
1868
1783
1783
Área superficial (cm²)
21,2 21,2 21,2
Relação L/D (útil)
17 16 16
Relação L/D (total)
19
18
18
O fluxograma do sistema de biofiltração é apresentado na Figura 4.4.
54
Figura 4.4: Sistema de biofiltração (1) Cilindro de H
2
S; (2) Válvula agulha; (3) Contador de bolhas; (4) Compressor; (5) Manômetro de Bourdon;
(6) Rotâmetros; (7) Umidificador; (8) Misturador; (9) Amostrador de entrada; (10) Bombas de recirculação; (11) Biofiltros; (12) Amostradores de
Saída; (13) Inóculo Reserva; (14) Tanque de Soda.
55
A seguir, na Tabela 4.3, podem ser verificados os componentes e as funções de cada
componente dentro do sistema de biofiltração.
Tabela 4.3 – Componentes e suas respectivas finalidades no processo de biofiltração
Legenda
Componente Função
1
Cilindro de H
2
S
Fornecer ao sistema o poluente puro a ser
estudado
2
Válvula de agulha
Controlar a vazão de H
2
S puro
3
Contador de bolhas
Permitir a estimativa da concentração de H
2
S
experimentalmente, através de medidas antes
da entrada no biofiltro.
4
Compressor
Fornecer ar para o sistema
5 Manômetro de Bourdon
Verificar a pressão no sistema
6 Rotâmetros
Medir a vazão de diluição e a vazão de mistura
7
Umidificador
Prover a umidificação da corrente de ar no
sistema
8
Misturador
Misturar as correntes de H
2
S e ar
9
Amostrador de entrada
Coletar amostras para determinação da
concentração afluente de H
2
S
10
Bombas de recirculação de
nutrientes
Prover ao sistema a circulação intermitente de
nutrientes indispensáveis ao crescimento da
biomassa imobilizada.
11
Biofiltros
Promover a biodegradação do H
2
S
12
Amostradores de Saída
Coletar amostras para determinação da
concentração efluente de H
2
S
13 Inoculo reserva
Prover rapidamente ao sistema, em caso de
pane, lodo adaptado às concentrações
estudadas
14
Tanque de NaOH
Reter todo o H
2
S que, porventura, ainda reste
no sistema.
56
A seguir, nas Figuras 4.5 e 4.6, é apresentada uma visão geral do sistema de
biofiltração:
Figura 4.5: Visão geral do sistema de biofiltração (vista diagonal)
Figura 4.6: Visão geral do sistema de biofiltração (vista frontal)
57
As condições de operação do sistema estão apresentadas na Tabela 4.4.
Tabela 4.4 – Condições de operação do sistema
Parâmetro Bagaço de cana Fibra de coco
Espuma de
poliuretano
Vazão (m³.h
-1
)
0,13 0,13 0,13
Tempo de Residência do
Leito Vazio (s)
49 49 49
Taxa de carregamento
superficial (m³.m
-
².h
-1
)
61 61 61
Taxa de carregamento
volumétrico (h
-1
)
73 74 74
Vazão de
diluição/aeração (m³.h
-1
)
0,45 0,45 0,45
Velocidade Superficial
(cm.s
-1
)
1,70
1,70
1,70
4.5 ADIÇÃO DE NUTRIENTES
A adição de nutrientes aos biofiltros foi realizada diariamente, utilizando-se
aproximadamente 50 mL de solução nutriente preparada com os sais específicos, com
exceção do Na
2
S
2
O
3
,
conforme descrito na Tabela 3.1 do item 4.1. Caso o pH do sistema
estivesse fora da faixa considerada ideal (entre 6 e 8), também foi acrescentado 50 g.L
-1
de
bicarbonato de sódio (NaHCO
3
), para elevar a alcalinidade dos biofiltros e ajustar os valores
de pH.
58
4.6 POROSIDADE DO LEITO
A porosidade dos materiais suporte foi calculada pesando-se a massa seca e a
massa úmida dos materiais suporte para determinar volume de água no leito. Com esses
valores e adotando-se a massa específica da água a 25°C como sendo 0,997 g.cm³ (Fox e
McDonald, 1998) e com o auxílio da Equação 4.1, obteve-se o volume de água presente no
leito de espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco, o que é equivalente ao
volume de vazios:
(
)
V
mm
et
−
=
ρ
(4.1)
Em que:
ρ é a massa específica da água a 25° (g.cm
-
³);
m
t
é a massa do total do leito (suporte+água, g);
m
e
é a massa do suporte seco (g);
V é o volume de água no leito (cm³).
Depois de calculado o volume de água nos leitos (equivalente ao volume de vazios),
calculou-se então o volume do leito. Utilizando-se a Equação 4.2, obteve-se a porosidade
dos materiais:
t
v
V
V
=
ε
(4.2)
59
Em que:
ε é a porosidade;
V
v
é
o volume de vazios (cm³);
V
t
é o volume total do leito (cm³).
4.7 ENSAIOS FLUIDODINÂMICOS
4.7.1 Equação utilizada
A equação de Darcy (4.3) é a mais tradicionalmente utilizada para se prever a
queda de pressão em função da vazão aplicada em leito fixo com enchimento, por isto foi
escolhida para os cálculos. Matematicamente, tem-se:
v
k
L
P
.
µ
=
∆
(4.3)
Em que:
∆P é a queda de pressão (dyn.cm
-2
);
L é o comprimento do leito (cm);
µ é a viscosidade do fluido (g. cm
-1
.s
-1
);
K é a permeabilidade do leito poroso (cm
-2
);
v é a Velocidade superficial (cm.s
-1
).
60
4.7.2 Obtenção experimental dos dados / fluidodinâmica.
Os ensaios de fluidodinâmica foram realizados, sob condições abióticas, nos biofiltros
preenchidos com s materiais suporte - espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de
coco – secos. As colunas preenchidas foram conectadas ao sistema e a perda de carga foi
determinada por manômetro inclinado com água na coluna, ligado à saída própria para
essa finalidade.
As tomadas de pressão foram instaladas na base e no topo dos biofiltros para permitir
que altura efetiva do leito pudesse ser utilizada como altura das tomadas de pressão. Para
cada repetição, as massas empacotadas foram as mesmas da utilizadas no experimento no
intuito de permitir que a densidade global do leito fosse mantida.
As colunas foram submetidas então a corrente de ar oriunda de um compressor e
previamente reguladas por válvulas de pressão. A vazão do gás foi aferida por um
manômetro em “U” acoplado a uma placa de orifício devidamente calibrada por
bolhômetro.
As medidas de perda de carga foram obtidas variando-se a vazão de ar na entrada
da coluna e avaliando o efeito dessa mudança no manômetro acoplado ao reator,
verificando-se assim a sua perda de carga em “cm de coluna de água”.
Cabe ressaltar que este método foi adaptado daquele descrito por RAMIREZ-LOPEZ
et al., (2003), MORGAN-SAGASTUME e NOYOLA (2006) e MA, ZHAO e YANG (2006).
De posse dos dados de perda de carga e velocidade superficial, foi feita a regressão
linear das curvas obtidas e com esse resultado aplicado na equação de Darcy (4.3),
obteve-se a permeabilidade do leito.
61
4.8 MÉTODOS ANALÍTICOS UTILIZADOS
4.8.1 Determinação de Sulfeto
A análise de sulfeto baseou-se no método do azul de metileno (APHA, 1999), com
alterações para coleta do sulfeto em fase gasosa, que consiste no borbulhamento do gás
um frasco contendo certo volume de solução de NaOH. O princípio do método é a reação
do sulfeto de hidrogênio com oxalato de N-dimetil-p-fenilenodiamina para formar azul de
metileno. A intensidade da cor azul é proporcional a concentração de sulfeto.
Para a determinação da concentração de sulfeto, converteu-se, em um primeiro
momento, a equação encontrada no espectrofotômetro (mg.L
-1
) para a concentração real
da amostra (mg.L
-1
), conforme pode ser verificado na Equação 4.4:
)()/(
)(
.
..
)/(
hhL
LE
tQ
VDC
LmgC =
(4.4)
Em que:
C
E
é a Concentração lida no espectrofotômetro (mg.L
-1
);
D é o Fator de diluição da amostra;
V
L
é o Volume da amostra (L);
Q é a Vazão da corrente gasosa (L.h
-1
);
t é o Tempo de coleta da amostra (h).
Finalmente, a concentração obtida na Equação 4.4 foi inserida na Equação 4.5,
para se determinar a concentração de H
2
S em partes por milhão (ppm):
62
SH
SH
S
mol
mmgCppmC
44,24
)..()(
3
2
−
=
(4.5)
Em que:
C (mg.m
-3
) é Concentração calculada na Equação 4.4. C (mg.L
-1
);
24,44 é o Volume molar corrigido para 1 atm e 25°C (L.mol
-1
).
Maiores detalhes sobre este método podem ser encontrados em Rodrigues (2002),
Maia (2003) e Rocha (2007).
4.8.2 Determinação do pH
Durante a operação do biofiltro foram realizadas medidas diárias do pH do
percolado, coletado antes da alimentação do sistema. Para a determinação do pH, foi
utilizado o método potenciométrico.
4.9 ENSAIO DE ADSORÇÃO
A fim de avaliar a quantidade de H
2
S adsorvida nos meios suportes orgânicos e na
espuma de poliuretano, a quantidade de contaminante adsorvido nos materiais foi
determinada pela plotagem de curvas de ruptura para várias concentrações de entrada.
Barona et al. (2005) estudou uma faixa de concentração entre 40 a 330 ppm, por
considerá-la a mais comumente produzida nas estações de tratamento de efluentes. Ainda
de acordo com os autores, a água afeta a adsorção de certos compostos orgânicos pelo
decrescimento de sua retenção de um grau maior para compostos aromáticos e alifáticos
para um grau menor para compostos polares. Portanto, a fim de evitar esta interferência,
63
tanto o fluxo de gás afluente aos reatores como os materiais suporte foram previamente
secos.
Tomando como base os dados de adsorção de Moe e Irvine (2000b) e Rocha (2007),
realizou-se a primeira coleta das concentrações de entrada e saída com 15 minutos de
operação do ensaio de adsorção, sendo o restante das análises de concentrações do H
2
S
realizadas na entrada C
0
(H
2
S) e na saída C
s
(H
2
S) da coluna conforme os intervalos
apresentados na Tabela 4.5.
Tabela 4.5 – Freqüência de análises dos ensaios de adsorção
Tempos
C
0
(H
2
S)
15 minutos, 1, 2, 4, 6, 8, 12, 16, 20 horas
C
s
(H
2
S) 15 minutos, 1, 2, 4, 6, 8, 12, 16, 20 horas
Os testes de adsorção foram realizados, sob condições abióticas, empacotando-se
uma coluna seca contendo a mesma massa de meio suporte (37,1 g; 72,6 g e 108,1g para
os biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco,
respectivamente) utilizada na operação do biofiltro, para que a quantidade de sulfeto
adsorvida pudesse ser subtraída da concentração tratada biologicamente. Foi realizado
paralelamente, o ajuste da concentração do H
2
S e da vazão do sistema.
Com o intuito de se minimizar perturbações e variações bruscas nas concentrações
de entrada da coluna de adsorção, devido ao intervalo de tempo que a coluna ficaria sem
alimentação durante a amostragem, preferiu-se aumentar os intervalos de amostragem das
concentrações de entrada.
4.10 MICROSCOPIA ÓPTICA E ELETRÔNICA DE VARREDURA
•
Microscopia óptica
A fim de se verificar a existências das morfologias típicas presentes no processo de
oxidação de sulfetos, foram coletadas amostras do lodo utilizado como inóculo após a fase
64
de adaptação e do percolado, e observadas ao microscópio óptico. O acompanhamento
das morfologias foi realizado por exame microscópico de contraste de fase e fluorescência
utilizando microscópio Leica DMLB, com sistema de captura de imagem Optronics e
software Image Pro-Plus. A observação das morfologias foi realizada no Laboratório de
Processos Biológicos do Departamento de Hidráulica e Saneamento da USP - São Carlos.
•
Microscopia Eletrônica de Varredura
Ao término da operação dos biofiltros, foi realizada a visualização das morfologias
presentes nos biofiltros por meio da análise de Microscopia Eletrônica de Varredura, em
microscópio de propriedade do Instituto de Física da USP – São Carlos.
O preparo das amostras para a microscopia eletrônica de varredura (MEV) foi
realizado de acordo com Araújo (1995), cujo procedimento está descrito a seguir.
O processo de fixação foi feito com a inserção dos meios suportes numa solução de
glutaraldeido (2,5% em tampão de fosfato) por 12 h a 4 °C. Esta etapa teve por objetivo fixar
a morfologia da amostra.
Decorridas 12 h os materiais suportes passaram por um processo de lavagem com
uma solução tampão de fosfato 0,1 M com pH 7,3 durante 10 min, em seguida os meios
suporte passaram por um processo de secagem. Realizando-se uma seqüência de lavagens
com soluções de etanol, cada uma de 10 minutos: 50%, 70%, 80%, 90%, 95% e 100%, sendo
que na solução de 100% foram efetuadas 3 lavagens de 10 minutos cada.
Após a secagem com o etanol foi utilizado HMDS (hexametildesilasani), efetuando-se
2 lavagens de 30 s cada, para o processo final de secagem.
Os materiais suportes foram, então, fixados no suporte para microscopia eletrônica
com esmalte base e então submetida ao banho de ouro.
65
4.11 CAPACIDADE DE ELIMINAÇÃO, TAXA DE CARREGAMENTO E EFICIÊNCIA
DE REMOÇÃO
A capacidade de eliminação fornece uma medida da habilidade do biofiltro em
remover poluentes. Desta definição, parece evidente que se a eficiência de remoção
desejada é próxima a 100%, a capacidade de eliminação também se torna máxima
(CONVERTI et al., 2001). Este parâmetro é calculado em função das concentrações de
entrada e saída, conforme está apresentado na Equação 4.6.
(
)
f
s
V
CCQ
Ce
−
=
0
(4.6)
Em que:
CE é a capacidade de eliminação (g.m
-
³.h
-1
);
Q é a vazão volumétrica (m
3.
h
-1
);
C
0
é a concentração de entrada do gás (g.m
-
³);
C
s
é a concentração de saída do gás (g.m
-
³);
V
f
é o volume total do leito filtrante (m³).
A taxa de carregamento mássico está descrita na Equação 4.7.
f
V
CQ
TCM
0
.
=
(4.7)
Em que:
TCM é a Taxa de carregamento mássico (g.h
-1
.m
-3
);
Q é a vazão volumétrica (m
3.
h
-1
);
C
0
é a concentração de entrada do gás (g.m
-
³);
V
f
é o volume total do leito filtrante (m³).
66
A eficiência de remoção foi calculada a partir das médias dos pontos coletados na
entrada e na saída dos biofiltros, de acordo com a Equação 4.8.
(
)
100.
0
s
s
C
CC
ER
−
=
(4.8)
Em que:
ER é a eficiência de remoção (%);
C
0
é a concentração de entrada do gás (g.m
-
³);
C
s
é a concentração de saída do gás (g.m
-
³).
4.12 DESCRIÇÃO MATEMÁTICA DO PROCESSO
4.12.1 Modelo Utilizado
Foi utilizado o modelo proposto, cuja solução é analítica, por Ottengraf e Van de
Oever (1983), previamente descrito no item 3.4.4.
Oyarzún et al. (2003) afirmaram que o ponto-chave deste modelo é a hipótese para
a microcinética do substrato utilizado pela população microbiana. Estas dependem da
concentração de H
2
S na camada líquida que reveste as células imobilizadas no meio
suporte. Foi considerada, para efeito de modelagem, a cinética de ordem zero, no caso de
limitação pela difusão, prevista no modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983), logo, a
expressão utilizada foi:
67
2
0
0
0
2
1
−=
δ
mC
aDK
v
h
C
Cs
seff
a
(4.9)
Em que:
C
s
é a concentração de saída do gás (g.m
-3
);
C
0
é a concentração de entrada do gás (g.m
-3
);
h é a altura do biofiltro (m);
v
a
é a velocidade superficial (m/s)
K
0
é a constante de reação de ordem zero (g.m
-3
.s
-1
);
m é o coeficiente de distribuição (partição gás-líquido), conforme ditado pela lei de Henry;
a
s
é a área específica (m².m
-3
);
D
eff
é o coeficiente de difusividade efetiva (m².s
-1
);
δ é a espessura do biofilme (m).
O parâmetro K
f
foi estimado a partir da utilização da ferramenta Solver do Software
Microsoft Excel, representa todos os parâmetros descritos a seguir:
δ
0
0
2mC
aDK
k
seff
f
=
(4.10)
De acordo com Yang e Allen (1994) e Oyarzún et al (2003), K
f
é um coeficiente de
reação de ordem fracionária que, sob condições de estado estacionário, é constante.
Então, das Equações 4.11 e 4.12, tem-se:
( )
2
0
1 tk
C
C
f
s
−=
(4.11)
ou
tk
C
C
f
s
=−
0
1
(4.12)
68
Em que:
C
s
é a concentração de saída do gás (g.m
-3
);
C
0
é a
concentração de entrada
do gás g.m
-3
);
k
f
é o coeficiente de ordem fracionária (g.m
-3
.s
-1
);
t = tempo (s).
Essa simples abordagem pode ser utilizada para prever desempenho geral e
também no projeto de biofiltros. Dessa forma, os resultados obtidos para os três sistemas
estudados, estão descritos nos itens que se seguem.
• Estimativa da espessura do biofilme (δ)
Sabe-se que a capacidade de eliminação do biofiltro, com o aumento da
velocidade superficial tende a não ser constante, pois decresce para um valor crítico
abaixo da concentração do gás. Este fenômeno é explicado por Ottengraf e Van de Oever
(1983) como sendo a limitação da difusão no biofilme. Com base nisso, pode-se obter a
concentração crítica do gás para as respectivas capacidades de eliminação críticas. Essas
capacidades de eliminação críticas (k*) no ensaio de variação do TRLV são ocasionadas
por concentrações de H
2
S críticas para os biofiltros preenchidos com a espuma de
poliuretano, o bagaço de cana e a fibra de coco, respectivamente. De posse dos valores
dessas capacidades de eliminação críticas (k*), é possível calcular o valor de k, que
representa a velocidade de reação por unidade de volume do biofilme.
Com relação aos outros parâmetros, foi necessário lançar de mão da obtenção de
dados obtidos na literatura, como por exemplo, o coeficiente de distribuição (m) para o H
2
S
que, de acordo com El-Hawagi (1997), equivale a 0,368; o coeficiente de difusividade
efetiva do H
2
S para o biofilme que é de 1.10
-10
m².s
-1
, de acordo com Farooq e Viswanathan
(1999).
69
Após isso, e utilizando a Equação 4.13, determinou-se o valor da espessura do
biofilme.
mk
CD
geff
0
2
=
δ
(4.13)
Em que:
δ é a espessura total do biofilme (m);
D
eff
é o coeficiente de difusividade efetiva (m².s
-1
);
C
g
é a concentração da fase gasosa a uma altura h da coluna (g.m
-3
);
k
0
é a constante cinética de ordem zero(g.m
-3
.s
-1
);
m é o coeficiente de distribuição (partição gás-líquido), conforme ditado pela lei de Henry;
4.12.2 Obtenção experimental dos dados / modelo matemático
Os ensaios de variação do tempo de retenção do gás nos biofiltros, necessários para
a modelagem do sistema, foram realizados após o término da operação dos mesmos, logo
após o 100° dia de operação. Procedeu-se a diminuição do tempo de retenção do gás,
que se deu pelo aumento da vazão afluente aos biofiltros. Como resultado disso, o tempo
de retenção que estava em torno de 52 segundos, foi reduzido primeiramente para 26
segundos e, finalmente, para 17 segundos.
70
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 ENSAIOS HIDRODINÂMICOS
5.1.1 Porosidade
De acordo com Cohen (2001) a porosidade do material suporte é importante fator
na adsorção dos microrganismos. O material suporte que possui interiormente grande
quantidade de espaços vazios permite que os microrganismos ataquem em melhores
condições, enquanto a vazão de ar ao redor desses materiais suportes pode ser introduzida
a maiores velocidades. De acordo com Leson e Winer, 2001, a máxima acumulação da
biomassa ocorre quando o tamanho dos poros é de uma a cinco vezes o tamanho da
bactéria.
Desse modo, considerando que as densidades da espuma de poliuretano, do
bagaço de cana e da fibra de coco como sendo de 0,023 (Maia, 2003; Rocha, 2007); 0,045
e 0,067 (Ramírez-Lópes et al. 2003), respectivamente. Também considerando que a massa
específica da água a 25°C como sendo 0,997 g.cm
-3
(Fox e Macdonald, 1998), calculou-se a
porosidade dos leitos.
Nas Tabelas 5.1 e 5.2 estão dispostos os resultados dos ensaios realizados para
determinação da porosidade dos materiais suporte espuma de poliuretano, bagaço de
cana e fibra de coco e de seus respectivos leitos a partir das Equações 4.1 e 4.2.
71
Tabela 5.1 – Porosidade dos materiais suporte
Espuma de
Poliuretano
Bagaço de
Cana
Fibra de Coco
Massa específica da água a
25° C (g.cm)
0,997 0,997 0,997
Massa total de material
suporte úmido (g)
1620,02 1211,20 1602,22
Massa total de meio suporte
seco (g)
37,10 72,59 108,08
Volume de vazios (cm)
1587,68 1142,04 1498,64
Volume total do leito/total
(cm
3
)
1867,63 1783,02 1783,02
Densidade do material
(g.cm-³)
0,023 0,045 0,067
Porosidade (Material)
0,85 0,64 0,84
Tabela 5.2 – Porosidade dos leitos em função dos procedimentos experimentais
Espuma de
Poliuretano
Bagaço de Cana Fibra de Coco
Massa total de meio suporte
seco (g)
37,10 72,59 108,08
Volume de vazios (cm)
578,57 374,43 490,03
Volume total do leito (cm3)
1867,63 1783,02 1783,02
Densidade do leito (g.cm
-3
)
Porosidade (Leito)
0,019
0,31
0,040
0,21
0,060
0,27
Maia (2003), que também utilizou espuma de poliuretano em seu sistema, obteve
valores de porosidade de 0,61. A porosidade de 0,85 obtida neste trabalho é igual ao valor
encontrado por Moe e Irvine (2002) e muito próximo do obtido por Rocha (2007), que
72
verificou em seus ensaios valor igual a 0,85.
O valor de porosidade para o bagaço de cana determinado nesta pesquisa foi de
0,64, o que está muito próximo daquele verificado por Soares (2006), que encontrou valor de
porosidade de 0,62 para este material.
Com relação aos valores de porosidade da fibra de coco, não foram encontrados
na literatura trabalhos que tenham disponibilizado tais resultados.
5.1.2 Perda de carga
Pela sua importância como um dos fatores limitantes do processo, a perda de carga
foi verificada nos leitos de espuma de poliuretano, fibra de coco e bagaço de cana, a partir
dos ensaios hidrodinâmicos realizados. Portanto, calculou-se através da equação de Darcy
a permeabilidade do leito nos materiais secos, por meio da regressão linear dos dados
obtidos. Para os cálculos, considerou-se a viscosidade do ar a 20 °C, equivalente a 1,81. 10
-5
N.s.m
2
(FOX e MACDONALD, 1998).
Sabe-se que a perda de carga no leito do biofiltro é função, principalmente, da
qualidade e quantidade do material suporte e da velocidade superficial do gás de
alimentação (RAMÍREZ-LÓPEZ et al., 2003), que neste estudo foi de, aproximadamente, 1,7
cm/s.
Assim, nas Figuras 5.1, 5.2 e 5.3 estão dispostos os gráficos com os valores de perda
de carga (∆P/L), obtidos nos ensaios hidrodinâmicos, bem como a média dos mesmos, para
os materiais suporte secos utilizados neste trabalho, como função da velocidade superficial
de ar (v).
73
∆P/L = 8,248.v
R
2
= 0,9746
0
10
20
30
40
50
60
70
0 1 2 3 4 5 6 7
v (cm.s
-1
)
∆P/L (g.cm
-
².s
-
²)
♦
Medida 1
■
Medida 2 Média
Figura 5.1: Perda de carga da espuma de poliuretano seca em função da velocidade
superficial do ar
∆P/L = 8,4039.v
R
2
= 0,979
0
10
20
30
40
50
60
70
0 1 2 3 4 5 6 7
v (cm.s
-1
)
∆P/L (g.cm
-
².s
-
²)
♦
Medida 1
■
Medida 2 Média
Figura 5.2: Perda de carga do bagaço de cana seco em função da velocidade superficial
do ar
74
∆P/L = 9,5133.v
R
2
= 0,9948
0
10
20
30
40
50
60
70
0 1 2 3 4 5 6 7
v (cm.s
-1
)
∆P/L (g.cm
-
².s
-
²)
♦
Medida 1
■
Medida 2 Média
Figura 5.3: Perda de carga da fibra de coco seca em função da velocidade superficial do
ar
Conforme pode ser observado nas Figuras 5.1, 5.2 e 5.3, os valores da relação ∆P/L
como função de v apresentaram comportamento linear, o que está de acordo com o
previsto pela Equação de Darcy. A fim de proporcionar melhor comparação entre os três
materiais suportes estudados, na Figura 5.4 foram plotados os valores médios de perda de
carga da espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco.
Assim como observado por PÁCA e KOUTSKÝ (2000), pode ser verificado nas Figuras
5.1, 5.2 e 5.3 que o aumento da vazão e, conseqüentemente, da velocidade superficial do
ar (de 0,6 para 6,5 cm.s
-1
), ocasionou maior perda de carga dos leitos. A perda de carga
ocasionada pelo sistema foi diretamente proporcional ao aumento da velocidade
superficial do gás, segundo uma correlação linear de 0,9746, 0,979 e 0,9948 para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco,
respectivamente.
75
0
10
20
30
40
50
60
70
0 1 2 3 4 5 6 7
v (cm.s
-1
)
∆P/L (g.cm
-
².s
-
²)
Espuma de poliuretano Bagaço de cana Fibra de coco
Figura 5.4: Comparativo entre os valores médios de perda de carga dos leitos preenchidos
com espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco.
De acordo com o gráfico da Figura 5.4, pode ser verificado que a fibra de coco foi o
material que proporcionou a maior perda de carga, com média de ∆P/L alcançando 55
g.cm
-2
.s
-2
(4.10
-2
mca) para velocidade em torno de 6 cm.s
-1
. Para este mesmo valor de
velocidade, a média de ∆P/L para os biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano e
bagaço de cana alcançaram cerca de 51 g.cm
-2
.s
-2
.
Segundo Yang e Allen (1994), a perda de carga depende da maneira como o
biofiltro foi empacotado. Quanto maior a densidade do empacotamento, maior será a
perda de carga para uma mesma velocidade do gás. Como a densidade de
empacotamento da fibra de coco (0,060 g.cm
-3
) é a maior entre os três materiais testados,
isto pode explicar os maiores valores de perda de carga proporcionados por este material.
Em trabalho realizado por Ramírez-Lópes et al. (2003), no qual foram caracterizados 5
materiais suporte de origem agrícola, foi realizado o estudo hidrodinâmico da fibra de coco
e do bagaço de cana. No trabalho dos autores, para todas as velocidades testadas, o
bagaço de cana proporcionou perda de carga maior que a fibra de coco. Sendo que para
76
velocidade superficial de 150 m.h
-1
, a relação ∆P/L para o bagaço alcançou 15 Pa.h.m
-2
,
enquanto que para a mesma velocidade a fibra proporcionou perda de cerca de 50
Pa.h.m
-2
. Logo, os resultados do ensaio hidrodinâmico apresentados na Figura 5.4 não foram
coerentes com aqueles apresentados por Ramires-Lópes et al. (2003), pois a fibra de coco
proporcionou perda de carga maior que o bagaço. Isto pode ser explicado pelo fato de
que, associadas à fibra e a despeito do peneiramento promovido, podiam ser observadas
partículas dos mais diversos tamanhos. Essas partículas, por sua vez, tendiam a preencher os
vazios entre as fibras, o que teria proporcionado esse aumento de perda de carga da fibra
de coco.
Para as velocidades superficiais utilizada no decorrer da operação dos biofiltros (1,7
cm.s
-1
), os valores de perda de carga foram baixos, com ∆P/L aproximado de 7,7, 8,9 e 8,2
g.cm
-2
.s
-2
, o que corresponde a 0,59.10
-2
, 0,62 10
-2
e 0,68 10
-2
mca, para os biofiltros
preenchidos com a espuma de poliuretano, o bagaço de cana e a fibra de coco.
Com relação à espuma de poliuretano, de acordo com Moe e Irvine (2000a),
Rodrigues (2002) e Maia (2003), os valores de perda de carga podem oscilar de 0,14.10
-2
mca a 1,53.10
-2
mca. Rocha (2007) observou valores de perda de carga que variaram entre
0,18.10
-2
mca, com velocidade superficial de ar de 0,40 cm.s
-1
, até 1,21.10
-2
mca, com
velocidade superficial de 1,96 cm.s
-1
, para colunas secas e úmidas, respectivamente.
A Tabela 5.3 mostra os resultados obtidos por diferente pesquisadores referentes a
perda de carga:
77
Tabela 5.3 – Comparação dos resultados de perda de carga da literatura com os obtidos
neste trabalho
Autor Suporte ∆P (10
-2
mca) Velocidade (cm.s
-1
)
Moraes Júnior
(1991)
Solo; D< 2 mm 66 - 119 0 – 0,16
Yang e Allen (1994)
Composto; D < 1,2
Até 347 2 - 28
Wu et al. (1999)
Turfa + agentes; D = 10 mm 3 2
Rodrigues (2002)
Solo, D = 0,5 mm; Espuma de
poliuretano, cubos de 5mm
Solo = 58 – 98;
Espuma = 0,14 –
0,98
0,71 – 2,27
Maia (2003)
Espuma de poliuretano, cubos
de 5mm
0,66 1,40
Rocha (2007)
Espuma de poliuretano, cubos
de 5mm
0,54 1,31
Este trabalho
Espuma de poliuretano, cubos
de 5 mm; Bagaço de cana = 2 -
5,6 mm; Fibra de coco = 2 – 5,6
mm
Espuma de
poliuretano 0,59;
Bagaço de
cana = 0,62;
Fibra de coco =
0,68
1,7
Na Tabela 5.4 estão apresentados os resultados de permeabilidade obtidos nos
ensaios com a espuma de poliuretano, o bagaço de cana e a fibra de coco, secos.
78
Tabela 5.4 – Permeabilidade dos leitos de espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra
de coco.
∆P/L em função de v
Regressão K (cm²) R²
Espuma de poliuretano 8,248.v
1,46E-06
0,9746
Bagaço de cana 8,4039.v
1,44E-06
0,979
Fibra de coco
9.5133.v
1,27E-06
0,9948
De acordo com a Tabela 5.4, os valores de permeabilidade do bagaço de cana e
da espuma de poliuretano foram similares. Apenas o valor da permeabilidade da fibra de
coco foi ligeiramente maior.
Com relação à espuma de poliuretano, Rocha (2007) e Rodrigues (2002)
encontraram permeabilidade de 9,17E-5 e 1,07E-5 em seus sistemas. Portanto, valores que
diferem dos determinados neste trabalho. Entretanto, a ordem de grandeza verificada nos
valores de permeabilidade deste trabalho foi a mesma encontrada por Maia (2003).
Com relação aos valores de permeabilidade do bagaço de cana e da fibra de
coco, não foram encontrados trabalhos que tenham disponibilizado tais resultados.
5.2 ENSAIO DE ADSORÇÃO
A fim de avaliar a quantidade de H
2
S adsorvido sobre os materiais suporte orgânicos
e o material sintético, foram realizados ensaios de adsorção sob condições abióticas. A
concentração média afluente de sulfeto utilizada nas colunas preenchidas com espuma de
poliuretano e fibra de coco, cujos ensaios foram realizados simultaneamente, ficou em torno
de 209 ppm. Para o ensaio realizado no biofiltro preenchido com bagaço de cana
79
(realizado após o término dos ensaios nos biofiltros EP e FC), a concentração média
aplicada foi de, aproximadamente, 230 ppm.
A justificativa para a adoção destas concentrações afluentes de H
2
S se dá em
função, principalmente, da questão de segurança laboratorial. Adicionalmente, esta
concentração está dentro da faixa utilizada por Barona et al. (2005), que realizaram
trabalho importante a respeito de adsorção de materiais suportes orgânicos e inorgânicos
para biofiltros. Os autores trabalharam numa faixa que variou de 50 a 330 ppm.
Ainda com relação às concentrações médias afluentes a que foram submetidos os
biofiltros nesses ensaios, é importante ressaltar que estas foram similares àquelas aplicadas
durante a primeira fase de operação dos sistemas. Cabe salientar ainda, que todos os
ensaios tiveram duração de 20 horas.
As Tabelas 5.5, 5.6 e 5.7 mostram os dados obtidos no ensaio de adsorção
(Concentração de entrada de H
2
S, C
0
e concentração de saída de H
2
S, C
s
) assim como a
freqüência das análises realizadas.
Tabela 5.5 – Dados obtidos no ensaio de adsorção para o Biofiltro preenchido com Espuma
de Poliuretano.
Tempo (h) C
0
(H
2
S) (ppm) Cs (H
2
S) (ppm)
0,17 225 198
1 258 248
2 218 226
4 255 222
6 171 204
8 162 228
12 218 208
16 172 187
20 198 198
80
Tabela 5.6 – Dados obtidos no ensaio de adsorção para o Biofiltro preenchido com Fibra de
Coco.
Tempo (h) C
0
(H
2
S) (ppm) Cs (H
2
S) (ppm)
0,17 225 275
1 258 281
2 218 266
4 255 259
6 171 209
8 162 192
12 218 215
16 172 172
20 198 200
Tabela 5.7 – Dados obtidos no ensaio de adsorção para o Biofiltro preenchido com Bagaço
de Cana.
Tempo (h) C
0
(H
2
S) (ppm) Cs (H
2
S) (ppm)
0,17 242 215
1 262 218
2 245 276
4 255 266
6 257 258
8 176 177
12 172 180
16 221 248
20 241 243
Pode ser verificado nas Tabelas 5.5, 5.6 e 5.7 que houve oscilações na concentração
afluente de sulfeto durante os ensaios. Com relação às oscilações verificadas, uma possível
explicação reside na variação da pressão da corrente de ar utilizada para promover a
diluição do sulfeto de hidrogênio e/ou pelo próprio método de determinação da
concentração de sulfeto. Especialmente na Figura 5.5, na medida realizada na oitava hora
do ensaio, um ponto ficou muito acima de faixa aceitável (marcado com um círculo). Isto
pode ter ocorrido em virtude de uma possível falha na coleta e/ou na análise de sulfeto de
hidrogênio.
Nas Figuras 5.5, 5.6 e 5.7 são apresentados os dados referentes ao teste de adsorção
realizado na espuma de poliuretano, na fibra de coco e no bagaço de cana. Vale ressaltar
que os testes foram realizados em ausência de umidade, tanto com relação ao fluxo de ar
quanto com os materiais suporte.
81
Figura 5.5: Curva de Ruptura para o Biofiltro preenchido com Espuma de Poliuretano.
Figura 5.6: Curva de Ruptura para o Biofiltro preenchido com Fibra de Coco.
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
t (h)
Cs/C0
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
0
2
4 6
8
10
12
14 16
18
20
t (h)
Cs/C0
82
Figura 5.7: Curva de Ruptura para o Biofiltro preenchido com Bagaço de Cana.
Os gráficos de adsorção apresentados nas Figuras 5.5, 5.6 e 5.7 mostram que todos os
materiais suporte possuem baixa capacidade adsorvente, pois a saturação ocorreu em
alguns minutos. Logo, pode-se afirmar que o efeito da adsorção não é um parâmetro
relevante para todos os materiais suportes avaliados, independente de sua natureza, em se
tratando de uma operação em longo prazo.
5.3 MICRORGANISMOS
5.3.1 Pré-inoculação: Microscopia ótica
Na Figura 5.8 podem ser visualizados os microrganismos logo após a coleta junto à
unidade de Lodos Ativados da São Carlos Indústria de Papel S/A, e ao Biofiltro Aerado
Submerso da ETE - Água Vermelha, pertencente ao Sistema Autônomo de Água e Esgoto do
Município de São Carlos.
De acordo com Metcalf e Eddy (2002), as bactérias presentes nos processos
aeróbios de tratamento de efluentes, incluindo lodo ativado e biofiltro aerado submerso, são
0,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
1,2
1,4
1,6
0
2
4
6
8
10 12
14
16
18
20
t (h)
Cs/C0
83
gram-negativas e incluem os gêneros Pseudomonas, Zoogloea, Achromobacter,
Flavobacterium, Nocardia, Bdellovibrio, Mycobacterium além das bactérias nitrificantes,
Nitrosomonas e Nitrobacter. Também são encontradas várias morfologias filamentosas como
Sphaerotilus, Beggiatoa, Thiothrix, Lecicothrix e Geotrichum.
Na Figura 5.8 (a1 e a2) é possível verificar as seguintes morfologias: cocos, filamentos
e bacilos, o que comprova a heterogeneidade da amostra de lodo ativado. Já a amostra
de biofiltro aerado, Figura 5.8 (b1 e b2), apresenta as mesmas morfologias encontradas no
lodo ativado, exceto pelos filamentos.
Figura 5.8: Microscopia ótica das amostras brutas de Lodo ativado (a1 e a2) e Biofiltro
Aerado Submerso (b1 e b2)
Mesmo após o enriquecimento em meio específico para Thiobacillus sp., tendo o
tiossulfato como fonte principal de enxofre, ainda é possível observar morfologias como
cocos e outras semelhantes a leveduras na Figura 5.9, todavia também é possível observar a
predominância de bacilos em ambas as culturas.
A1
A2
B1 B2
84
Figura 5.9: Microscopia ótica das amostras enriquecidas em meio ATCC 290-S6, para
Thiobacillus sp. Lodo ativado (a1 e a2) e Biofiltro Aerado Submerso (b1 e b2)
Ainda em etapa de enriquecimento em meio específico, mas neste caso substituindo
a fonte de enxofre principal de tiossulfato para sulfeto de hidrogênio, pode-se notar na
Figura 5.10 que os microrganismos em forma de bacilo são dominantes em ambos os meios.
Contudo, ainda é possível notar morfologias como vibriões e cocos.
A1
A2
B1 B2
85
Figura 5.10: Microscopia ótica das amostras enriquecidas em meio ATCC 290-S6, para
Thiobacillus sp, tendo como fonte de enxofre o H
2
S ao invés de tiossulfato. Lodo ativado (a1
e a2) e Biofiltro Aerado Submerso (b1 e b2)
Na Figura 5.11, que corresponde a etapa na qual foram misturadas no mesmo
barrilete as culturas até então cultivadas em barriletes separados, pode-se verificar a
predominância de bacilos e cocos.
Figura 5.11: Microscopia ótica das amostras misturadas, enriquecidas em meio ATCC 290-S6,
para Thiobacillus sp., tendo como fonte de enxofre o H
2
S, ao invés de tiossulfato
A1
A2
B1
B2
86
5.3.2 Operação contínua: Microscopia Eletrônica de Varredura
Após o término da operação dos sistemas, foram retiradas amostras da base, do
centro e do topo dos biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano, bagaço de cana e
fibra de coco, para que as mesmas fossem submetidas à análise de microscopia eletrônica
de varredura (MEV).
Nas Figuras 5.12, 5.13 e 5.14 podem ser observadas as morfologias presentes nas
amostras retiradas dos biofiltros preenchidos com a espuma de poliuretano, o bagaço de
cana e a fibra de coco, respectivamente.
Figura 5.12: Microscopia eletrônica de varredura da base (a), do centro (b) e do topo (c) do
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano.
A B
C
87
Figura 5.13: Microscopia eletrônica de varredura da base (a), do centro (b) e do topo (c) do
biofiltro preenchido com bagaço de cana.
A B
C
88
Figura 5.14: Microscopia eletrônica de varredura da base (a), do centro (b) e do topo (c) do
biofiltro preenchido com fibra de coco.
Nas Figuras 5.12, 5.13 e 5.14, pode ser observado grande acúmulo de grânulos de
enxofre extracelular, o que de certa forma, prejudicou a visualização das morfologias.
Mesmo assim, ainda podem ser observados cocos e bacilos em todas as amostras.
A confirmação de que os grânulos encontrados na análise de Microscopia Eletrônica
de Varredura eram de enxofre elementar foi dada pela análise de Espectroscopia de Raio-X
(EDX) realizada, cujos resultados estão apresentados na Tabela 5.8.
A B
C
89
Tabela 5.8 – Resultados obtidos a partir da análise de EDX
Elemento
Espuma de
poliuretano
(%)
Bagaço de
cana
(%)
Fibra de
coco
(%)
Si 9,28 - -
Na
- 35,11 10,65
Mg
- 4,27 1,94
P
- 15,81 4,00
S
41,38 43,13 79,27
K
49,34
1,68
3,18
Ca
-
-
0,26
Fe
-
-
0,71
O valor percentual de enxofre detectado pela análise de EDX na espuma de
poliuretano foi de 41,38%, portanto inferior ao encontrado por Rocha (2007), que foi de
79,60%. A este fato, pode-se atribuir o maior tempo de operação (120 dias) e as maiores
concentrações (até 1400 ppm) estudadas por Rocha (2007).
A análise de EDX ainda apontou para valor percentual de deposição de enxofre de
43,13% para o bagaço de cana, similar ao verificado no biofiltro preenchido com espuma, e
de 79,27% na fibra de coco, valor similar ao obtido por Rocha (2007) com a espuma de
poliuretano. Em ambos os materiais, o enxofre foi o principal elemento presente.
90
5.4 OPERAÇÃO CONTÍNUA DOS SISTEMAS
Os experimentos de oxidação contínua do poluente gasoso bem como a avaliação
de desempenho, foram realizados de forma simultânea nos três biofiltros, pelo período de
100 dias. Assim, neste item procurou-se agrupar todos os aspectos pertinentes à efetiva
operação contínua dos biofiltros.
Ademais, a fim de promover um detalhamento maior de cada fase de operação
dos sistemas, este item foi subdivido no intuito de permitir a visualização mais apurada das
respectivas fases de operação e aspectos relativos às mesmas.
5.4.1 Abordagem geral
A investigação de longo prazo sobre a remoção de sulfeto de hidrogênio a
diferentes concentrações afluentes médias foi conduzida a vazão de 0,13 m
3
.h
-1
. A
operação dos biofiltros foi dividida em quatro fases, totalizando 100 dias de operação.
Especificamente, a primeira fase teve duração de 24 dias, a segunda fase durou 32
dias, a terceira fase durou 31 dias e a quarta fase estendeu-se por 13 dias.
As taxas médias de carregamento mássico aplicadas por unidade de volume nos três
biofiltros foram de, aproximadamente, 19, 33, 55 e 70 gH
2
S.m
-3
.h
-1
(que correspondem a
concentrações afluentes médias em torno de 185, 330, 520 e 645 ppm e tempo de retenção
do gás para os leitos vazios de, aproximadamente, 50 s) para a primeira, segunda, terceira e
quarta fases, respectivamente.
Na Tabela 5.9 é apresentado um panorama geral da operação contínua dos
sistemas:
91
Tabela 5.9 – Panorama geral da operação contínua dos sistemas
FASE 1 FASE 2 FASE 3 FASE 4
EP BC FC EP BC FC EP BC FC EP BC FC
H
2
S afluente
(ppm)
184
± 14
184
± 14
184
± 14
328
± 19
328
± 19
328
± 19
519 ±
32
519
± 32
519 ±
32
644
± 41
644
± 41
644
± 41
H
2
S efluente
(ppm)
0,3
± 0,6
0,2
± 0,5
0,3
± 0,6
0,1
± 0,4
0,0
± 0,2
0,0
± 0,1
0,1
± 0,2
1,6
± 4,4
0,0
± 0,1
1,5
± 2,8
4,6
± 4,9
2,7
± 4,4
ER
(%)
99,8
± 0,4
99,9
± 0,3
99,8
± 0,4
99,9
± 0,1
99,9
± 0,0
99,9
± 0,1
100,0
± 0,0
99,7
± 0,8
100,0
± 0,0
99,8
± 0,5
99,3
± 0,0
99,6
± 0,7
TCMS
(g/m²)
15,7
± 1,2
15,7
± 1,2
15,7
± 1,2
28,0
± 1,6
28,0
± 1,6
28,0
± 1,6
44,3
± 2,7
44,3
± 2,7
44,3
± 2,7
55
± 3,5
55
± 3,5
55
± 3,5
TCMV
(g/m³)
18,9
± 1,3
19,9
± 1,4
19,0
± 1,4
32,0
± 1,8
35,0
± 2,6
33,8
± 1,9
52,3
± 3,2
59,2
± 3,6
53,5
± 3,4
66,8
± 4,7
73,5
± 4,7
68,2
± 4,2
CE
(g/m³.h)
17,8
± 1,4
18,7
± 1,4
18,9
± 1,5
32,0
± 1,8
35,0
± 2,6
33,8
± 1,9
52,3
± 3,2
59,0
± 3,6
53,5
± 3,4
66,7
± 4,6
72,9
± 4,6
67,9
± 4,2
EP = Biofiltro preenchido com espuma de poliuretano; BC = biofiltro preenchido com bagaço de cana; FC = biofiltro preenchido com fibra de
coco.
92
Para melhor visualização do potencial de remoção de sulfeto nos três sistemas
durante a operação dos mesmos, na Figura 5.15 é apresentado um panorama geral em
termos de eficiência de remoção e concentrações de entrada e saída de H
2
S.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100
Operação (dias)
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
Figura 5.15: Concentração afluente (
♦
), efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano (
♦
), fibra de coco (
■
) e bagaço de cana (
▲
).
Na Figura 5.15 pode ser observado que as concentrações de entrada sofreram
ligeiras oscilações nas fases 1 e 2, e oscilações um pouco mais agudas nas fases 3 e 4. Essas
alternâncias na concentração afluente podem ter diversas causas, que vão desde
oscilações de pressão na corrente de ar fornecida pelo compressor até o próprio método
de coleta de amostras para análise de sulfeto.
Com relação às eficiências de remoção, nota-se que as mesmas mantiveram-se
praticamente constantes, com alguma oscilação verificada somente na primeira fase de
operação. Exceção deve ser feita ao biofiltro preenchido com bagaço de cana, que no 76°
dia de operação começou a apresentar ligeira queda nos valores de eficiência de
remoção, contudo voltou ao patamar de 100% no 81° dia, permanecendo assim até o
término da operação.
I II III
IV
93
5.4.2 Desempenho durante a Fase 1
A primeira fase teve duração de 24 dias, caracterizada pela concentração média
afluente de H
2
S de aproximadamente 184 ppm e tempo de residência do gás em torno de
50 s.
As concentrações afluentes, efluentes e a eficiência de remoção nos três biofiltros
durante a fase inicial de operação podem ser visualizadas nas Figuras 5.16, 5.17 e 5.18.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25
Operação (Dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.16: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, durante a primeira fase de operação.
94
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25
Operação(dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.17: Concentração afluente (
♦
), efluente (
■
) e eficiências de remoção (
●
) para o
biofiltro preenchido com bagaço de cana, durante a primeira fase de operação.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25
Operação (dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.18: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com fibra de coco, durante a primeira fase de operação.
Na Tabela 5.10 podem ser verificados com maior detalhamento os resultados dos
parâmetros visualizados nas Figuras 5.16, 5.17 e 5.18.
95
Tabela 5.10 – Concentrações afluentes, efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com Espuma de Poliuretano, Fibra de Coco e Bagaço de Cana para a Fase 1
de operação do sistema
Espuma de
Poliuretano
Fibra de Coco Bagaço de cana
DIA
C
0
(H
2
S)
(ppm)
C
(ppm)
ER (%)
C
(ppm)
ER (%)
C
(ppm)
ER (%)
1 158 2 98,9 2 98,6 2 98,9
1 166 1 99,2 2 99,01 1 99,2
2 175 0 100,0 0 100,0 0 100,0
3 179 1 99,5 0 100,0 0 100,0
4 183 0 100,0 0 100,0 0 100,0
5 179 0 100,0 0 100,0 0 100,0
6 171 0 100,0 0 100,0 0 100,0
7 181 2 98,8 1 99,5 1 99,5
8 185 0 100,0 0 100,0 1 99,3
9 182 0 100,0 0 100,0 0 100,0
10 191 0 100,0 0 100,0 0 100,0
11 170 0 100,0 0 100,0 0 100,0
12 182 0 100,0 0 100,0 0 100,0
13 180 0 100,0 0 100,0 0 100,0
14 189 1 99,3 0 99,7 0 100,0
15 160 0 100,0 0 100,0 0 100,0
16 199 0 100,0 1 99,5 1 99,5
17 185 0 99,7 1 99,3 0 100,0
18 195 0 100,0 0 100,0 0 100,0
19 212 0 100,0 0 100,0 0 100,0
20 203 0 100,0 0 100,0 0 100,0
21 177 0 99,7 0 100,0 0 100,0
22 208 0 100,0 0 100,0 0 100,0
23 199 0 100,0 0 100,0 0 100,0
24 192 0 100,0 0 100,0 0 100,0
Por ser um sistema que, via de regra, apresenta altas eficiências de remoção,
considera-se que a partida de um biofiltro é o período compreendido entre a inoculação e
o dia no qual o mesmo apresente eficiência de remoção igual a 100% (DEVINNY, DESHUSSES
e WEBSTER, 1999). Com base nas Figuras 5.16, 5.17 e 5.18 e na Tabela 5.10, pode-se afirmar
que os três sistemas, mesmo submetidos à concentrações superiores a 150 ppm, tiveram
período considerado de partida de apenas 2 dias, visto que no terceiro dia todos reatores já
apresentaram 100% de remoção do sulfeto. Cabe ressaltar que no dia seguinte à
inoculação (1° dia de operação) já foi possível verificar eficiências de remoção acima de
99%.
96
Nos trabalhos de Cho, Hirai e Shoda (1992b) utilizando turfa com Thiobacillus sp. e
Hartikainen, Ruuskanen e Martikainen (2001) bem como em Hartikainen et al. (2002),
utilizando turfa com Xantomonas sp é possível observar imediatas eficiências de 99%.
Shojaosadati e Elyasi (1999) verificaram eficiências de remoção de 99% poucas horas depois
de dar partida em seu sistema.
Chung, Huang e Tseng (1996), utilizando cultura pura de Thiobacillus thioparus,
observaram eficiências superiores a 98,5% somente após o 7° dia de operação, período que
determinaram ser o de partida do sistema. Contudo, àquela altura, as concentrações
afluentes ao seu sistema eram de apenas 60 ppm.
Duan et al (2006), analisando o desempenho de seus sistemas inoculados com
Thiobacillus thiooxidans (reator 1: preenchido com carvão biológico ativado - CBA; e reator
2: preenchido com carvão ativado virgem - CAV) durante o período de partida (que
consideraram como sendo de 21 dias), verificaram que as eficiências de remoção
começaram a aumentar durante o primeiro dia de operação até atingir, no sexto dia, 90%
na coluna 1, que continha o CAB e 70% na coluna 2, que continha o CAV. Durante todo
esse período as concentrações de entrada de H
2
S oscilaram entre 15 e 120 ppm.
Rocha (2007), operando biofiltro preenchido com espuma de poliuretano e
inoculado com lodo ativado, observou que o período de partida do sistema durou cerca de
9 dias. Rodrigues (2002) e Maia (2003), trabalhando com a espuma de poliuretano, também
observaram um período de adaptação similar ao verificado por Rocha (2007), mas neste
caso, os autores utilizaram culturas puras de Thiobacillus thioparus.
Tanto nas Figuras 5.16, 5.17 e 5.18 quanto na Tabela 5.10 é possível notar variações
nas eficiências de remoção no 7° dia de operação (biofiltros EP, BC, e FC), no 8° dia (biofiltro
BC), no 14° dia (biofiltros EP e BC), no 16° dia (biofiltros BC e FC) e no 17° dia de operação
(biofiltros EP e FC). Todavia, estes pontos encontram-se dentro da faixa de erro descrita pelo
método de determinação de sulfeto.
A concentração média para esta fase ficou próxima àquela observada por Rocha
(2007), que trabalhou com 141 ppm de média em sua fase inicial de operação. O autor
verificou eficiências de remoção superiores a 92,5% nos primeiros 8 dias e em 100% do 9º dia
97
em diante até enfrentar problemas de rompimento da coluna. Duan et al. (2006) trabalhou
com concentrações de H
2
S variando entre 10 a 125 ppm, obtendo média de 94% de
eficiência de remoção. Kim, René e Park (2007) também trabalharam com concentrações
de H
2
S em faixa que variou entre 10 e 130 ppm, sendo que as eficiências de remoção,
durante as diferentes etapas de operação, variaram de 45 a 100%.
Shojaosadati e Elyasi. (1999) trabalharam com concentrações de 110 ppm durante
os 45 dias em que operaram um biofiltro preenchido com composto de cogumelos
utilizando lodo de curtumes. Observaram eficiências sempre acima dos 98% durante o
período de operação.
No caso deste trabalho, os sistemas já se mostraram robustos nesta fase inicial de
operação, sendo possível observar altas eficiências de remoção, com ligeiras oscilações de
98,9 % a 100%, no biofiltro preenchido com a espuma de poliuretano; de 98,6% a 100%, no
biofiltro preenchido com a fibra e coco; e de 98,9% a 100% no biofiltro preenchido com o
bagaço de cana.
5.4.3 Desempenho durante a Fase 2
A segunda fase teve duração de 32 dias, caracterizada pela concentração média
afluente de H
2
S igual a 328 ppm e tempo de residência do gás em torno de 50 s.
As concentrações afluentes, efluentes e a eficiência de remoção nos três biofiltros
durante a segunda fase de operação podem ser visualizadas nas Figuras 5.19, 5.20 e 5.21.
98
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54 56
Operação (Dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.19: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, durante a segunda fase de operação.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54 56
Operação(dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.20: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com bagaço de cana, durante a segunda fase de operação.
99
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
24 26 28 30 32 34 36 38 40 42 44 46 48 50 52 54 56
Operação (dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.21: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com fibra de coco, durante a segunda fase de operação.
Na Tabela 5.11 podem ser verificados, com maior detalhamento, os resultados dos
parâmetros visualizados nas Figuras 5.19, 5.20 e 5.21.
100
Tabela 5.11 – Concentrações afluentes, efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano, fibra de coco e bagaço de cana para a fase 2
de operação do sistema
Espuma de
Poliuretano
Fibra de Coco Bagaço de cana
DIA
C
0
(H
2
S)
(ppm)
C
(ppm)
ER (%)
C
(ppm)
ER (%)
C
(ppm)
ER (%)
25 342 0 100,0 0 100,0 0 100,0
26 306 0 99,8 0 100,0 0 100,0
27 327 0 100,0 0 100,0 0 100,0
28 313 0 99,8 0 100,0 0 100,0
29 329 0 100,0 0 100,0 0 100,0
30 358 2 99,4 1 99,8 1 99,6
31 347 0 100,0 0 100,0 0 100,0
32 345 0 99,8 0 100,0 0 100,0
33 333 0 100,0 0 100,0 0 100,0
34 325 0 100,0 0 100,0 0 100,0
35 333 0 100,0 0 100,0 0 100,0
36 313 0 100,0 0 100,0 0 100,0
37 360 0 100,0 0 100,0 0 100,0
38 325 0 100,0 0 100,0 0 100,0
39 301 0 100,0 0 100,0 0 100,0
40 317 0 100,0 0 100,0 0 100,0
41 335 0 100,0 0 100,0 0 100,0
42 299 0 100,0 0 100,0 0 100,0
43 356 0 100,0 0 100,0 0 100,0
44 334 0 100,0 0 100,0 0 100,0
45 321 0 100,0 0 100,0 0 100,0
46 288 0 99,8 0 100,0 0 100,0
47 309 0 100,0 0 100,0 0 100,0
48 359 0 100,0 0 100,0 0 100,0
49 339 0 100,0 0 100,0 0 100,0
50 348 0 99,8 0 100,0 0 100,0
51 322 0 100,0 0 100,0 0 100,0
52 333 0 100,0 0 100,0 0 100,0
53 334 0 100,0 0 100,0 0 100,0
54 298 0 100,0 0 100,0 0 100,0
55 321 0 100,0 0 100,0 0 100,0
56 322 0 100,0 0 100,0 0 100,0
Conforme pode ser observado na Tabela 5.11, na segunda fase, as concentrações
afluentes aplicadas foram de 288 ppm (valor mínimo) até 360 ppm (valor máximo). A
concentração média de entrada foi de aproximadamente 328 ppm e a eficiência de
remoção esteve muito próxima aos 100% em todos os sistemas.
Oyarzún et al. (2003), utilizando turfa e Thiobacillus thioparus, também atingiram
eficiências de 100% remoção de sulfeto, quando submeteram seu sistema a concentrações
101
de entrada de 355 ppm de sulfeto, no entanto o tempo de residência do gás em leito vazio
foi de quase 3 minutos, valor este mais de 3 vezes superior ao utilizado neste trabalho. Isto
fica mais evidente quando se compara as taxas de carregamento mássicas aplicadas e as
capacidades de eliminação obtidas pelos sistemas. Para que isto fique mais claro, estas
variáveis serão abordadas em tópico posterior neste trabalho.
Tanto nas Figuras 5.19, 5.20 e 5.21 quanto na Tabela 5.11 é possível notar que, mesmo
após 56 dias de operação, os sistemas continuaram a apresentar a robustez verificada
durante toda a fase inicial de operação, sendo possível observar altas eficiências de
remoção, com ligeiras oscilações de 99,4 % a 100%, no biofiltro preenchido com a espuma
de poliuretano; de 99,9% a 100%, no biofiltro preenchido com a fibra e coco; e de 98,6% a
100% no biofiltro preenchido com o bagaço de cana.
5.4.4 Desempenho durante a Fase 3
A terceira fase de operação teve duração de 31 dias, caracterizada pela
concentração média afluente de H
2
S aproximada de 520 ppm e manutenção do tempo de
residência do gás em torno de 50 s.
As concentrações afluentes, efluentes e a eficiência de remoção nos três biofiltros
durante a terceira fase de operação podem ser visualizadas nas Figuras 5.22, 5.23 e 5.24.
102
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
56 58 60 62 64 66 68 70 72 74 76 78 80 82 84 86 88
Operação (Dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.22: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, durante a terceira fase de operação.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
56 58 60 62 64 66 68 70 72 74 76 78 80 82 84 86 88
Operação(dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.23: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com bagaço de cana, durante a terceira fase de operação.
103
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
56 58 60 62 64 66 68 70 72 74 76 78 80 82 84 86 88
Operação (dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.24: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com fibra e coco, durante a terceira fase de operação.
Na Tabela 5.12 podem ser verificados, com maior detalhamento, os resultados dos
parâmetros visualizados nas Figuras 5.22, 5.23 e 5.24.
104
Tabela 5.12 – Concentrações afluentes, efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano, fibra de coco e bagaço de cana para a fase 3
de operação do sistema
Espuma de Poliuretano
Fibra de Coco Bagaço de cana
DIA
C
0
(H
2
S)
(ppm)
C
(ppm)
ER (%)
C
(ppm)
ER (%)
C
(ppm)
ER (%)
57 509 0 100,0 0 100,0 0 100,0
58 459 0 100,0 0 100,0 0 100,0
59 526 0 100,0 0 100,0 0 100,0
60 501 0 100,0 0 100,0 0 100,0
61 598 0 100,0 0 100,0 0 100,0
62 551 0 100,0 0 100,0 0 100,0
63 544 0 100,0 0 100,0 0 100,0
64 495 0 100,0 0 99,9 0 99,9
65 563 0 100,0 0 100,0 0 100,0
66 509 0 99,9 0 100,0 1 99,8
67 497 0 100,0 0 100,0 0 100,0
68 542 0 100,0 0 100,0 0 100,0
69 498 0 100,0 0 100,0 0 100,0
70 508 0 100,0 0 100,0 0 100,0
71 521 1 99,8 0 100,0 0 100,0
72 499 0 100,0 0 100,0 0 100,0
73 559 0 100,0 0 100,0 0 100,0
74 496 0 100,0 0 100,0 0 100,0
75 475 0 100,0 0 100,0 0 100,0
76 556 0 100,0 0 100,0 6 98,9
77 554 0 100,0 0 100,0 12 97,8
78 531 0 100,0 0 100,0 19 96,3
79 506 0 100,0 0 100,0 9 98,2
80 473 0 100,0 0 100,0 2 99,6
81 500 0 100,0 0 99,9 0 100,0
82 563 0 100,0 0 100,0 0 100,0
83 506 0 100,0 0 100,0 0 100,0
84 498 0 100,0 0 100,0 0 100,0
85 494 0 100,0 0 100,0 0 100,0
86 556 0 100,0 0 100,0 0 100,0
87 508 1 99,8 0 100,0 0 100,0
Durante a terceira fase de operação, o biofiltro preenchido com bagaço de cana,
que até então vinha atingindo 100% de remoção de sulfeto, apresentou quedas na
eficiência para valores não observados até o momento, chegando ao 96,3% no 78° dia.
Entretanto, retornou ao patamar de 100% no 81° dia, permanecendo assim até o final da
fase 3. Como não foi verificada visualmente nenhuma anomalia no biofiltro ou oscilação
brusca na concentração afluente e o pH não sofreu alteração considerável, somado ao
105
fato de que o sistema voltou eliminar todo o sulfeto presente no fluxo gasoso afluente
poucos dias depois, esta queda de eficiência pode ser atribuída a um possível erro na
coleta de amostras ou à própria metodologia utilizada na análise de sulfeto.
Em contrapartida, nota-se que os biofiltros preenchidos com fibra de coco e espuma
de poliuretano mantiveram as eficiências obtidas na segunda fase de operação,
apresentando eficiências muito próximas a 100%.
Este ótimo resultado também foi obtido por Rocha (2007), que durante certo período
de seu trabalho, aplicou concentrações de sulfeto que variaram de 412 a 594 ppm obtendo
sempre eficiências de remoção de 100%, até enfrentar o problema advindo do rompimento
do biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, que provocou esperada queda de
eficiência no sistema, com seu posterior restabelecimento poucos dias depois.
5.4.5 Desempenho durante a Fase 4
A quarta fase de operação estendeu-se por 13 dias, caracterizada pela
concentração média afluente de H
2
S aproximada de 645 ppm e manutenção do tempo de
residência do gás em torno de 50 s.
As concentrações afluentes, efluentes e a eficiência de remoção nos três biofiltros
durante a terceira fase de operação podem ser visualizadas nas Figuras 5.25, 5.26 e 5.27.
106
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
88 89 90 91 92 93 94 95 96 97 98 99 100
Operação (Dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.25: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, durante a quarta fase de operação.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
88 89 90 91 92 93 94 95 96 97 98 99 100
Operação(dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.26: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com bagaço de cana, durante a quarta fase de operação.
107
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
88 89 90 91 92 93 94 95 96 97 98 99 100
Operação (dias)
C (ppm)
80
85
90
95
100
ER (%)
Figura 5.27: Concentração afluente (♦), efluente (■) e eficiências de remoção (●) para o
biofiltro preenchido com fibra do coco, durante a quarta fase de operação.
Na Tabela 5.13 podem ser verificados, com maior detalhamento, os resultados dos
parâmetros visualizados nas Figuras 5.25, 5.26 e 5.27.
108
Tabela 5.13 - Concentrações afluentes, efluentes e eficiências de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano, fibra de coco e bagaço de cana para a fase 4
de operação do sistema
Espuma de
Poliuretano
Fibra de Coco Bagaço de cana
DIA
C
0
(H
2
S)
ppm
C (ppm)
ER (%)
C
(ppm)
ER (%)
C
(ppm)
ER (%)
88 666 0 100,0 1 99,9 1 99,8
89 657 1 99,8 0 99,9 2 99,7
90 595 0 99,9 0 99,9 0 99,9
91 683 2 99,6 2 99,7 2 99,7
92 638 0 100,0 0 99,9 0 99,9
93 701 0 100,0 0 99,9 4 99,5
94 610 0 99,9 1 99,9 2 99,6
95 600 1 99,9 14 97,6 13 97,9
96 645 0 100,0 5 99,2 8 98,7
97 719 0 100,0 9 98,7 16 97,7
98 653 1 99,8 0 100,0 2 99,6
99 610 10 98,3 0 100,0 6 98,9
100 629 2 99,6 0 99,9 2 99,6
Rocha (2007), na quinta fase de operação, concentração média de H
2
S afluente
igual a 536 ppm, de seu biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, atingiu eficiência
de 100%. Park at al. (2002) também obteve 100% de eficiência de remoção de H
2
S,
utilizando cultura pura de Thiobacillus imobilizados em alginato de cálcio, para
concentrações em torno de 600 ppm.
No decorrer da quarta fase de operação, de acordo com a Tabela 5.13 e os gráficos
das Figuras 5.25, 5.26 e 5.27, é possível verificar que os biofiltros continuaram mantendo boa
eficiência observada nas fases anteriores, atingindo valores de 100%. No 99° dia, o biofiltro
preenchido com espuma de poliuretano registrou sua menor eficiência, com 98,2% de
remoção; no 95° dia, o biofiltro preenchido com fibra de coco chegou ao mínimo de 97,6%;
e o biofiltro preenchido com bagaço de cana removeu 97,7% de sulfeto no 97° dia. No
entanto, cabe ressaltar que estes valores ainda são altamente satisfatórios, visto que a
concentração a que os sistemas foram submetidos foi substancialmente alta, com picos de
719 ppm.
109
5.5 TAXA DE CARREGAMENTO MÁSSICO
A taxa de carregamento mássico é uma importante variável para o projeto de
biofiltros, pois relaciona a concentração do poluente e seu tempo de passagem pelo leito
filtrante, permitindo, então, que se possa avaliar o real desempenho desses sistemas.
Durante os 100 dias de operação, as mudanças nas taxas de carregamento se
deram exclusivamente pelo aumento gradativo da concentração de entrada de H
2
S, visto
que o tempo de retenção do gás em leito vazio foi considerado constante ao longo do
experimento, a despeito das diferentes porosidades de cada meio suporte.
Na Figura 5.28, pode ser verificada a evolução da taxa de carregamento mássico e
da eficiência de remoção durante a operação nos três biofiltros.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100
Operação (Dias)
TCM (g.m
-3
.h
-1
)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
Figura 5.28: Taxas de carregamento mássico e eficiência de remoção para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano (
♦
), fibra de coco (
■
) e bagaço de cana (
▲
).
Durante cada aumento na taxa de carregamento média relativas às fases 2 (19 para
32 g H
2
S.m
-3
.h
-1
), 3 (32 para 52 g H
2
S.m
-3
.h
-1
) e 4 de operação (52 para 70 g H
2
S.m
-3
.h
-1
),
I
II
III
IV
110
percebeu-se que os biofiltros prontamente adaptaram-se às novas condições, não sendo
observada nenhuma oscilação nas concentrações efluentes. Durante toda a operação, o
biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano e fibra de coco atingiram patamares
máximos, próximos à 75 g H
2
S.m
-3
.h
-1
e o biofiltro preenchido com bagaço de cana
alcançou quase 80 gH
2
S.m
-3
.h
-1
.Conseqüentemente, fica claro, para este estudo, que os
microrganismos são aptos a degradar o sulfeto de hidrogênio até concentrações
aproximadas de 80 gH
2
S.m
-3
.h
-1
.
Elias et al. (2002) afirma que a taxa de carregamento de 45 g H
2
S.m
-3
.h
-1
é um valor
típico em muitas emissões industriais, o que significa que as taxas a que os três biofiltros foram
submetidos durante a pesquisa foram consideráveis,pois superaram com folga este valor.
O biofiltro preenchido com bagaço de cana foi exceção no tocante à eficiência de
remoção, pois a partir do 76° de operação, começou a experimentar breve e ligeiro
decréscimo de eficiência, com queda de 100% para 96,34%, com recuperação para 100%
novamente no 81° de operação. Os outros dois biofiltros permaneceram removendo
praticamente todo o H
2
S afluente.
De qualquer forma, as taxas de carregamento obtidas no trabalho foram superiores
àquelas verificadas por Kim, René e Park (2007), que estudando um biofiltro preenchido com
material suporte que chamaram de “biomeio”, encapsulado por alginato de sódio e álcool
polivinil (PVA), obtiveram taxa de carregamento máxima de 13 g H
2
S.m
-3
.h
-1
. Os autores
reportaram que a cada aumento na taxa de carregamento, o sistema apresentou queda
na eficiência de remoção e requerendo alguns dias para o retorno aos valores de eficiência
de 100%. Isto não aconteceu neste trabalho.
Chung, Huang e Tseng (1996), trabalhando com cultura de Thiobacillus imobilizada
em alginato de cálcio, apontaram como taxa de carregamento ótima para o sistema como
sendo de 25 g H
2
S.m
-3
.h
-1
, para qual as eficiências de remoção foram superiores a 98%. Elias
et al. (2002), que utilizaram esterco de porco e serragem como materiais suporte, variaram
as taxas de carregamento de 10 para 45 g H
2
S.m
-3
.h
-1
, reportando que as eficiências de
remoção mantiveram sempre acima dos 90%.
111
5.6 CAPACIDADE DE ELIMINAÇÃO
O desempenho durante a operação de longo prazo dos biofiltros preenchidos com
espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco está apresentado na forma de
capacidade de eliminação como função da concentração afluente (Figura 5.29) e da taxa
de carregamento mássico aplicada.
A importância de se verificar a capacidade de eliminação de biofiltros reside no fato
de que se trata de um parâmetro crucial na análise desses reatores, por isso é utilizada para
comparar o desempenho de diferentes sistemas de controles de gases.
Na Figura 5.29 é apresentada a capacidade de eliminação dos biofiltros como
função da concentração de entrada de H
2
S:
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000
C (ppm)
CE (g.m-³.h-¹)
Figura 5.29: Capacidade de eliminação (CE) como função da concentração afluente (C)
de H
2
S para os para os biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano (
♦
), fibra de coco
(
■
) e bagaço de cana (
▲
).
Os valores de capacidades de eliminação são determinados experimentalmente,
sendo usualmente relacionados como uma função da taxa de carregamento, por
112
promover uma análise mais efetiva. Relações essencialmente lineares entre a capacidade
de eliminação e taxa de carregamento têm sido observadas no tratamento de sulfeto de
hidrogênio e outros compostos odorosos.
Por esse motivo, na Figura 5.30 é apresentada a capacidade eliminação como
função da taxa de carregamento de H
2
S.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100
TCM (g.m
-
³.h
-1
)
CE (g.m
-3
.h
-1
)
Figura 5.30: Capacidade de eliminação como função da taxa de carregamento mássico
de H
2
S para os biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano (
♦
), fibra de coco (
■
) e
bagaço de cana (
▲
)
As Figuras 5.29 e 5.30 seguem a mesma tendência linear. Como os biofiltros
apresentaram estáveis ao final da operação, pode-se afirmar que a capacidade total de
eliminação não foi alcançada.
Durante a pesquisa, foram obtidas capacidades de eliminação máximas de 74, 79 e
75 gH
2
S m
-
³.h
-1
e médias de 66, 73 e 68 gH
2
S m
-
³. h
-1
para os biofiltros preenchidos com
espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco, respectivamente.
Essas diferenças de capacidade de eliminação, tanto nos valores médios quanto nos
máximo devem-se, fundamentalmente, às diferentes alturas úteis de leito verificadas nos três
sistemas em função do rebaixo dos leitos nos três biofiltros.
113
Os valores atingidos no trabalho foram superiores aos encontradas nos seguintes
trabalhos que utilizaram a turfa como meio suporte (material mais utilizado em estudos deste
tipo): Hirai, Ohtake e Shoda (1990), obtiveram 25 g.m
-3
.h
-1
; Zhang, Hirai e Shoda (1991), com
diferentes tipos de inóculo, atingiram valores de 15 e 30 g.m
-3
.h
-
1; Cho, Hirai e Shoda. (1991),
que obtiveram 50 g.m
-3
.h
-1
; e Oyarzún et al. (2003), que obtiveram valores máximos de 55
g.m
-3
.h
-1
.
Outros trabalhos foram realizados utilizando outros materiais de preenchimento do
leito, como os de Chung, Huang e Tseng (1996) que atingiu valores máximos de 33 g.m
-3
.h
-1
,
utilizando alginato de cálcio; Elias et al. (2002), que utilizaram pellets de estrume e serragem,
trataram até 45 g.m
-3
.h
-1
; e Malhautier et al. (2003), utilizando lodo desidratado, atingiram
valores de 28 g.m
-3
.h
-1
. Mesmo estas pesquisas atingiram valores de capacidade de
eliminação inferiores aos durante este trabalho.
Na Tabela 5.14 é apresentado um resumo dos trabalhos realizados em biofiltração
com as máximas capacidades de eliminação encontradas e os microrganismos utilizados
como inoculo.
114
Tabela 5.14 – Capacidades de eliminação verificadas na literatura
Autor EC
(gH
2
S.m
-3
.h
-1
)
Suporte Inóculo
Hirai et al. (1990) 25 Turfa Resíduo sólido
Zang et al. (1991) 30 Turfa Resíduo sólido
Zang et al. (1991) 15 Turfa Thiobacillus thioparus
Cho et al. (1991) 50 Turfa Thiobacillus HA 43
Cho et al. (1992a) 25 Turfa
Thiobacillus thioparus
DW 44
Cho et al. (1992b) 14 Turfa Xantomonas DY 44
Yang & Allen (1994) 130 composto Não utilizou
Chung et al. (1996) 33 Alginato de cálcio Thiobacillus thioparus
Li et al. (1998) 63 Fibra plástica Lodo ativado
Elias et al. (2002) 45
Pellets de estrume de
porco e serragem
Não utilizou
Oyarzún et al. (2003) 55 Turfa Thiobacillus thioparus
Malhautier et al.
(2003)
28
Lodo desidratado
proveniente de ETE
Lodo ativado
Lee et. al. (2005) 815
Partículas de
cerâmica
Acidithiobacillus
thiooxidans TAS
Lee et al. (2006) 670 Cerâmica porosa
Acidithiobacillus
thiooxidans AZ 11
Duan et al. (2006) 181
Carvão ativado
biológico
Acidithiobacillus
thiooxidans
Rocha (2007) 155
Espuma de
poliuretano
Lodo ativado
Este trabalho 74/79/75
Espuma de
Poliuretano / Bagaço
de Cana / Fibra de
coco
Mistura de Lodo
ativado e Biofiltro
Aerado Submerso
115
5.7 PERFIL DE DEGRADAÇÃO DO SULFETO AO LONGO DO LEITO
O ensaio do perfil de degradação espacial, em biofiltros, tem grande importância,
pois permite uma melhor compreensão da maneira como o sulfeto é consumido ao longo
do meio filtrante.
Por isso, foram realizados ensaios nos quais foram coletadas amostras das correntes
gasosas, em diferentes alturas do leito por meio de 7 pontos de coleta de amostras
instalados a partir da base dos reatores, no seguintes dias de operação:
- biofiltro preenchido com a espuma de poliuretano (dia 16, correspondente à primeira fase
de operação; dia 31, correspondente à segunda fase; dia 72, correspondente a terceira
fase de operação; e dia 98, durante a quarta fase de operação);
- biofiltro preenchido com bagaço de cana (dia 17, correspondente à primeira fase de
operação; dia 32, correspondente à segunda fase; dia 73, correspondente a terceira fase
de operação; e dia 99, durante a quarta fase de operação);
- biofiltro preenchido com fibra de coco (dia 18, correspondente à primeira fase de
operação; dia 33, correspondente à segunda fase; dia 74, correspondente a terceira fase
de operação; e dia 100, na quarta fase de operação).
Nas Figuras 5.31, 5.32, 5.33 e 5.34 são apresentados os resultados referentes aos
ensaios realizados:
116
• Perfis de degradação relativos à primeira fase de operação:
0
50
100
150
200
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
0
50
100
150
200
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (% )
0
50
100
150
200
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
Figura 5.31: Perfis de degradação de sulfeto para biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano (a), bagaço de cana (b) e fibra de coco (c), durante a primeira fase de
operação. ( Concentração de sulfeto Eficiência de Remoção )
E
E
E
S
S
S
A
B
C
117
• Perfis de degradação relativos à segunda fase de operação:
0
50
100
150
200
250
300
350
400
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
0
50
100
150
200
250
300
350
400
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
0
50
100
150
200
250
300
350
400
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
Figura 5.32: Perfis de degradação de sulfeto para biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano (a), bagaço de cana (b) e fibra de coco (c), durante a segunda fase de
operação. ( Concentração de sulfeto Eficiência de Remoção )
E
E
E
S
S
S
A
B
C
118
• Perfis de degradação relativos à terceira fase de operação:
0
100
200
300
400
500
600
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm )
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (% )
0
100
200
300
400
500
600
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
0
100
200
300
400
500
600
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
Figura 5.33: Perfis de degradação de sulfeto para biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano (a), bagaço de cana (b) e fibra de coco (c), durante a terceira fase de
operação. ( Concentração de sulfeto Eficiência de Remoção )
E
E
E
S
S
S
A
C
B
C
C
C
119
• Perfis de degradação relativos à quarta fase de operação:
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
L/D
C (ppm)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
ER (%)
Figura 5.34: Perfis de degradação de sulfeto para biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano (a), bagaço de cana (b) e fibra de coco (c), durante a quarta fase de
operação. ( Concentração de sulfeto Eficiência de Remoção )
E
E
E
S
S
S
A
C
B
C
C
C
120
É raro encontrar na literatura, trabalhos que contemplem a realização de ensaios de
perfil espacial de degradação de sulfeto. Com relação a trabalhos nos quais tenha sido
avaliada a degradação do sulfeto de hidrogênio ao longo do leito do reator, tem-se notícia
apenas dos trabalhos de Morgan-Sagastume e Noyola (2006), que ainda durante a partida
do reator, realizaram perfil espacial em seu biofiltro preenchido com composto maturado, e
Rocha (2007), utilizando espuma de poliuretano, em fase final de operação.
Com base nas Figuras 5.18 e 5.19 verifica-se que, nos perfis relativos à primeira e a
segunda fases de operação, houve um consumo total de sulfeto já no primeiro ponto de
coleta (L/D ≡ 3). Pode ser verificado que nos dias nos quais os ensaios relativos à segunda
fase de operação foram realizados, as concentrações de H
2
S foram de aproximadamente
350 ppm, o que proporciona taxa de carregamento aproximada para os três sistemas de 40
gH
2
S.m
3
.h
-1
, que é um valor considerável.
Uma possível explicação para essa degradação efetiva ocorrida antes da primeira
tomada de amostras foi dada por Elias et al. (2002). Os autores mostraram que as
populações de microrganismos desenvolvem-se mais rapidamente na região próxima a
entrada do reator, portanto, é nesta região que ocorre a maior parte da degradação do
contaminante.
É somente na Figura 5.20, referente ao perfil realizado durante a fase 3 de operação,
que pode-se notar que os biofiltros já não apresentaram o excepcional desempenho dos
ensaios anteriores, com exceção feita ao biofiltro preenchido com espuma de poliuretano,
que continuou com a mesma desenvoltura com relação à eficiência de remoção,
verificadas nos perfis previamente realizados.
Cabe ressaltar, no entanto, que nesta etapa, o biofiltro preenchido com bagaço de
cana, por exemplo, já apresentava sinais claros de rebaixo do leito. Percebeu-se neste
biofiltro, que o sulfeto só foi consumido por completo até a tomada 5, que dista 58 cm da
base (L/D ≡ 11).
Na coleta realizada na tomada 4, que dista 47 cm (L/D ≡ 9), do biofiltro preenchido
com fibra de coco, que não havia apresentado colmatação até então, já não foi
detectada a presença de sulfeto. Por sua vez, o biofiltro preenchido com o meio sintético,
121
que removeu cerca de 500 ppm até primeiro ponto de coleta (L/D ≡ 3), teve desempenho
similar ao verificado por Rocha (2007).
O autor, já no final de seu experimento, durante os dias operação 120 e 121, quando
seu biofiltro tratava concentrações que ultrapassavam os 1400 ppm, notou que cerca de 40
a 50% do H
2
S fora removido nos primeiros 10 cm de leito constituído pela espuma de
poliuretano (L/D ≡ 2), sendo que a uma altura de 37 cm (L/D ≡ 7) verificou que 70% do sulfeto
fora removido.
Durante a quarta fase de operação, é possível verificar que os biofiltros sentiram mais
os efeitos da alta concentração afluente aplicada (em torno de 600 ppm). Como era de se
esperar o rebaixo do leito interferiu nos resultados, conforme fora observado na fase anterior.
Nota-se que foi somente na última tomada que os biofiltros conseguiram eliminar
praticamente todo o sulfeto.
Mesmo assim, com base em todos os ensaios de perfil de degradação realizados,
verifica-se que todos os biofiltros degradaram com relativa folga o sulfeto de hidrogênio ao
longo de seus respectivos leitos. Portanto, pode-se concluir que os biofiltros apresentaram-se
robustos para degradar de forma efetiva o H
2
S.
5.8 COLMATAÇÃO DO LEITO
Dentre algumas limitações observadas durante a operação dos sistemas, a mais
visível foi, sem dúvida, a colmatação do leito. Todos os biofiltros sofreram com este
fenômeno durante a pesquisa. A colmatação, a principal causadora do rebaixo de leito, é
fenômeno corriqueiro em sistemas cuja operação seja de longo prazo. Em trabalhos de
curto prazo, como o de Elias et al. (2002), que operou o sistema por apenas 2500 h, não há
relatos de aparecimento de colmatação.
Nos biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano e fibra de coco foi observada
ligeiro rebaixo de 3 cm, sendo que próximo ao final da operação o biofiltro preenchido com
fibra de coco ainda perdeu mais 1 cm de leito. No biofiltro preenchido com bagaço de
122
cana esse fenômeno se deu de forma mais efetiva, chegando aos 9 cm de rebaixo de leito.
Na Figura 5.35, pode ser observado, claramente, o rebaixo dos leitos em todos os
biofiltros.
Figura 5.35: Rebaixo de leito observado nos biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano (a), bagaço de cana (b) e fibra de coco (c).
O biofiltro preenchido com o bagaço de cana foi o que apresentou maiores
problemas com relação à colmatação. No 20° dia de operação, pôde ser verificada uma
perda de 5 cm de altura útil de leito. Para corrigir este problema, foi imediatamente
preenchido o espaço vazio provocado pela colmatação do leito, inserindo-se massa de
bagaço correspondente 20 gramas. Contudo, no 44° dia de operação já foi possível
verificar novamente a colmatação, desta feita próxima aos 9 cm. Mas neste caso, optou-se
por não preencher o espaço vazio com mais material suporte.
O biofiltro preenchido com a espuma de poliuretano apresentou rebaixo
correspondente a 3 cm no 63° dia de operação, porém não foi verificada queda na
eficiência de remoção. A colmatação ocorrida neste biofiltro ocorreu antes do verificado
por Rocha (2007), que observou colmatação somente a partir do 95° dia de operação, no
qual verificou perda de altura de 16 cm, após a paralisar o sistema.
O biofiltro preenchido com fibra de coco foi o último a apresentar colmatação,
também de 3 cm, assim como a ocorrida no biofiltro preenchido com espuma de
poliuretano. Tal fato deu-se no 77° dia de operação e não comprometeu a eficiência de
remoção do sistema. Próximo ao encerramento da operação, no dia 98, notou-se um ligeiro
rebaixo de mais 1 cm neste biofiltro.
123
Vale ressaltar que o rebaixo do leito foi considerado nos cálculos de taxa de
carregamento e capacidade de eliminação, bem como nos cálculos de perda de carga
dos biofiltros.
Durante a operação dos biofiltros, depósitos brancos foram observados sobre a
superfície dos meios suportes em algumas regiões dos biofiltros, conforme pode ser
verificado na Figura 5.36.
Figura 5.36: Formação de depósitos na cor branca nos biofiltros preenchidos com espuma
de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco.
No visual, a taxa de deposição pareceu ser proporcional a taxa de carregamento
de H
2
S. O aumento progressivo da taxa de carregamento de sulfeto e a prolongada
operação à taxas relativamente altas podem ter ocasionado o acúmulo de forma rápida
de material na cor branca.
Duan et al. (2006), tratando H
2
S com biofiltro preenchido com carvão ativado
também verificou tal fenômeno, que os autores explicaram como sendo devido ao acúmulo
de sulfato e o excesso de biomassa no leito filtrante.
124
5.9 POTENCIAL HIDROGENIÔNICO - pH
Na Figura 5.37 são apresentados os valores de pH do percolado medidos durante a
operação do biofiltro.
0
2
4
6
8
10
12
14
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85 90 95 100
Operação (dias)
pH
Figura 5.37 - Variação do pH para os biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano (♦),
fibra de coco (■) e bagaço de cana (▲) durante a operação contínua dos sistemas.
Conforme pode se verificado no gráfico da Figura 5.37, os valores de pH do
percolado dos sistemas não apresentaram oscilações abruptas, mantendo-se, na maior da
operação, dentro da faixa considerada como ótima para sistemas deste tipo, que é entre 6
e 8. Isso pode ser devido a adição de carbonato de sódio nos meios suportes antes da
inserção dos mesmos nos biofiltros. O composto atuou, desta forma, como agente
neutralizador do sistema, tornando desnecessárias adições diárias de solução para correção
do pH.
Tacla (2004) valeu-se desta técnica na tentativa de provocar o tamponamento de
seus biofiltros durante os pouco mais de 30 dias de operação e obteve resultados diferentes.
A autora verificou somente os valores de pH dos meios suportes no início e no final de seu
125
experimento e verificou que 5 biofiltros apresentaram características ácidas e 4
características básicas.
Wani et al. (1999) misturou cal em cada meio suporte para tamponá-los. Só
percebeu decréscimo significativo do pH após operar seus biofiltros por um período de 6
meses.
De acordo com o gráfico da Figura 5.37, somente a partir do 63° dia, quando os
sistemas já se encontravam na terceira fase de operação, foram realizadas as adições da
solução tamponante, pois os biofiltros BC e EP começaram a apresentar sinais claros de
queda dos valores de pH.
Ainda de acordo com o gráfico, pode-se perceber que em alguns pontos, o pH do
percolado ficou fora dessa faixa. Isto pode ser explicado quando abaixo de 6 pela
formação de compostos ácidos e quando acima de 8 pela formação de polissulfetos.
Chung, Huang e Tseng (1996), Ma, Zhao e Yang (2006) e Elias et al. (2002) observaram
que o pH a foi mantido a um nível relativamente constante, sem tratamento adicional,
durante a operação de seus sistemas, que consideram muito importante para os biofiltros.
Ma, Zhao e Yang (2006) sugerem que isto pode ter sido causado pelas propriedades neutras
do enxofre elementar como o principal produto metabólico da T. Denitrificans. Ademais, o
enxofre elementar é neutro e produtos neutros de enxofre não alteram o pH para condições
ácidas em biofiltros.
126
5.10 APLICAÇÃO DO MODELO MATEMÁTICO
Para a modelagem do sistema, foi necessário submeter os biofiltros a três diferentes
tempos de retenção do gás (17, 26 e 52 segundos), procurando-se manter a mesma
concentração afluente para os tempos estudados.
Foi considerada, para efeito de modelagem, a cinética de ordem zero, no caso de
limitação pela difusão, prevista no modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983), com as
modificações previstas pela abordagem semi-empírica de Oyarzún et al. (2003), na qual o
coeficiente de ordem da reação é fracionário e, sob condições de estado estacionário, é
constante.
Na Tabela 5.15 podem ser visualizados os resultados do ensaio experimental realizado
para a simulação matemática nos biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano,
bagaço de cana e fibra de coco.
Tabela 5.15 - Resultados do ensaio experimental realizado para a modelagem matemática
nos biofiltros preenchido com espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco.
Espuma de Poliuretano Bagaço de cana Fibra de coco
TRLV (s)
C
0
(H2S)
ppm
Cs (H2S)
(ppm)
C
0
(H2S)
(ppm)
Cs (H2S)
(ppm)
C
0
(H2S)
ppm
Cs (H2S)
(ppm)
52 328 0 490 2 360 0
26
318
118
425
87
370
145
17
341
168
429
196
362
225
Os gráficos das Figuras 5.38, 5.39 e 5.40 apresentam os resultados baseados no
modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983) – a partir de concentrações médias afluentes
de, aproximadamente, 320, 470 e 365 ppm - para os biofiltros preenchidos com espuma de
poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco.
127
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0 10 20 30 40 50 60
tempo (s)
1-(Cs/C0)
0,5
Modelo
■
Dados experimentais
Figura 5.38: Previsão do processo de biofiltração, tendo a espuma como material suporte, de
acordo com o modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983) (regime de limitação pela
difusão), para uma concentração de entrada de aproximadamente 320 ppm.
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0 10 20 30 40 50 60
tempo (s)
1-(Cs/C0)
0,5
Modelo ■ Dados experimentais
Figura 5.39: Previsão do processo de biofiltração, tendo o bagaço de cana como material
suporte, de acordo com o modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983) (regime de
limitação pela difusão), para uma concentração de entrada de aproximadamente 470
ppm.
128
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
0 10 20 30 40 50 60
tempo (s)
1-(Cs/C0)
0,5
Modelo ■ Dados experimentais
Figura 5.40: Previsão do processo de biofiltração, tendo a fibra de coco como material
suporte, de acordo com o modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983) (regime de
limitação pela difusão), para uma concentração de entrada de aproximadamente 360
ppm.
Sob condições de estado estacionário, o grau de conversão para um tempo de
residência do gás de, aproximadamente, 52 s esteve sempre próximo à 100% em todos os
biofiltros para as faixas das concentrações estudadas. Entretanto, quando os sistemas foram
submetidos à um baixo tempo de retenção do gás (da ordem de, aproximadamente, 17 s),
houve queda considerável da eficiência de remoção, de 100% para algo em torno de 30%
nos biofiltros preenchidos com espuma de poliuretano e bagaço de cana, e 20% no biofiltro
preenchido com fibra de coco.
Portanto, de acordo com os gráficos das Figuras 5.38, 5.39 e 5.40, pode-se afirmar
que os efeitos combinados do aumento da velocidade superficial (v
a
) (que correspondeu à
diminuição do tempo de retenção do gás), e a concentração afluente (C
0
) afetaram o
desempenho de todos os biofiltros.
Para a determinação do coeficiente k
f
(coeficiente de reação, que sob condições
de estado estacionário é constante) foi utilizando a ferramenta Solver do Software Microsoft
129
Excel (2003), cujos valores estimados foram de 0,0173, 0,0194 e 0,0168 para os biofiltros
preenchidos em espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco,
respectivamente.
É possível notar, observando os gráficos das Figuras 5.38, 5.39 e 5.40, que houve bom
ajuste do modelo com relação aos dados experimentais, para todas as concentrações
estudadas (320, 470 e 365 ppm), assim como fora relatado no trabalho de Oyarzún et al.
(2003) e Zilli, Del Borghi e Converti (2000).
No trabalho de Zilli, Del Borghi e Converti (2000), que utilizaram um biofiltro em escala
de bancada tratando vapor de tolueno, a relação entre as concentrações de entrada e
saída do poluente (tolueno) foi reportada como função da razão entre a velocidade
superficial mínima do gás (17,8 m.h
-1
) e aquela considerada em cada experimento. O
procedimento adotado neste trabalho foi similar ao de Zilli, Del Borghi e Converti (2000) e
Oyarzún et al. (2003), no qual houve apenas a variação das velocidades superficiais, com
manutenção das concentrações afluentes.
Dessa forma, como o esperado, tanto neste trabalho quanto no trabalho de Zilli, Del
Borghi e Converti (2000) e Oyarzún et al. (2003), pode ser verificado de forma explícita, que a
eficiência de remoção (1-C
s
/C
0
) decresce, de forma linear (cinética de ordem zero para
limitação pela difusão), com o aumento v
a
ou de C
0
.
Especificamente na biofiltração de sulfeto de hidrogênio, Oyarzún et al. (2003)
operaram biofiltro tendo turfa como meio suporte e inoculado com Thiobacillus thioparus, e
publicaram importante trabalho aplicando o modelo de Ottengraf e Van de Oever (1983).
Considerando o regime como sendo limitado pela difusão, obtiveram bons ajustes para a
concentração por eles verificada, que foi de 257 ppm (k
f
= 0,0075). Concluíram, então, que
o modelo permitiu, de forma bastante satisfatória, a previsão do desempenho do biofiltro
por eles estudado.
A despeito das peculiaridades das culturas e dos materiais suportes utilizados tanto
neste trabalho quanto no trabalho de Oyarzún et al. (2003), a boa aplicabilidade do modelo
130
de Ottengraf e Van de Oever (1983) foi constatada, em se tratando de uma única fonte
poluente, no caso o sulfeto de hidrogênio.
• Estimativa da espessura do biofilme (δ)
Conforme pode ser verificado na Tabela 5.16, os valores de espessura total do
biofilme estão muito próximos aos obtidos por Ottengraf e Van de Oever (1983). Zarook e
Shaikh (1997), utilizando seu modelo cuja solução é numérica, contudo baseado no modelo
de Ottengraf e Van de Oever (1983), reportaram valores que não excederam 0,11 mm, valor
muito distante do verificado neste trabalho. Contudo quando os autores utilizaram o modelo
de Otengraff e Van de Oever (1983), no caso de cinética de ordem zero (limitação pela
difusão) nos seus dados, o modelo previu valores para a espessura efetiva do biofilme numa
faixa entre 1,7 e 8,8 mm (que corresponde aproximadamente ao verificado neste trabalho e
no de Ottengraf e Van de Oever, 1983).
A estimativa da espessura do biofilme e a comparação com os dados da literatura
está apresentada na Tabela 5.16.
131
Tabela 5.16 - Valores calculados para a espessura do biofilme nos biofiltros preenchidos com
espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco e comparação com dados da
literatura.
Poluente m
k*
(g.m
-3
.h
-1
)
k
(g.m
-3
.h
-1
)
D´
(m².s
-1
)
C
grc
(g/m³)
δ
(mm)
Referência
Tolueno 0,2700 20 50 0,85 . 10
-9
3,0 1,2
Ottengraf e
Van de
Oever
(1983)
Acetato
de Butila
0,0085 30 55 0,85 . 10
-9
0,2 1,5
Ottengraf e
Van de
Oever
(1983)
Acetato
de Etila
0,0051 30 45 1 . 10
-9
0,2 2,5
Ottengraf e
Van de
Oever
(1983)
H
2
S
0,368
48 100 1. 10
-10
0,44
1,55
Este
trabalho
EP
H
2
S
0,368
80 150 1. 10
-10
0,59
1,46
Este
trabalho
BC
H
2
S
0,368
53 95 1. 10
-10
0,52
1,72
Este
trabalho
FC
Legenda: EP = Biofiltro preenchido com espuma de poliuretano, BC = Biofiltro preenchido
com bagaço de cana, FC = Biofiltro preenchido com fibra de coco.
Devido a essa discrepância nos valores da espessura do biofilme, os autores
questionaram a hipótese proposta por Ottengraf e Van de Oever (1983) de que a geometria
do biofilme é plana. Fizeram ponderações a respeito de que a espessura do biofilme é
132
baseada na depleção do poluente apenas, por isso sugeriram que se o oxigênio também
fosse assumido como um composto limitante (o que não ocorre no modelo de Ottengraf e
Van de Oever, 1983), então um valor mais realista para a espessura do biofilme poderia ser
encontrado.
Mas como pode ser visto neste trabalho, o modelo de Ottengraf e Van de Oever
(1983), considerando a limitação pela difusão, mesmo com todas as hipóteses
simplificadoras ajustou-se bem aos dados experimentais, a despeito de todas as
considerações feitas por Zarook e Shaikh (1997).
Por fim, embora seja baseado em algumas hipóteses simplistas o modelo utilizado
neste trabalho permite, facilmente, que se validem os dados experimentais obtidos em
sistemas de bancada. Adicionalmente, permite a obtenção de parâmetros importantes nos
projetos de unidades piloto de biofiltros.
133
6 CONCLUSÕES
Os resultados obtidos durante a realização dos experimentos, permitem concluir que
é possível a utilização dos materiais suportes testados - espuma de poliuretano, bagaço de
cana e fibra de coco - na biofiltração do sulfeto de hidrogênio na faixa das condições
experimentais utilizadas.
Especificamente, podem-se tirar as seguintes conclusões adicionais:
a) a utilização da mistura de lodos ativados e lodo de biofiltro aerado submerso como
inóculo para os biofiltros no tratamento de sulfeto de hidrogênio se mostrou bastante viável
pelas altas eficiências atingidas (100%) na remoção do sulfeto e a rápida partida do sistema
(apenas 2 dias para atingir a eficiência de 100%);
b) todos os materiais suportes mostraram-se bastante adequados, e os caminhos
preferenciais que ocorrem nesses suportes não afetaram a eficiência do sistema nas
condições trabalhadas;
c) os ensaios de perda de carga dos materiais suporte secos apresentaram um bom ajuste
com relação a equação de Darcy, proposta para avaliar a permeabilidade do meio;
d) para as velocidades superficiais utilizada no decorrer da operação dos biofiltros (cerca
de 1,7 cm/s), os valores de perda de carga foram baixos, 0,59.10
-2
, 0,62 10
-2
e 0,68 10
-2
mca,
para os biofiltros preenchidos com a espuma de poliuretano, o bagaço de cana e a fibra
de coco;
e) o modelo empregado apresentou bom ajuste com relação aos dados experimentais.
134
f) o efeito da adsorção não se mostrou relevante para todos os materiais suportes avaliados,
em se tratando de uma operação em longo prazo, visto que os mesmos possuem baixa
capacidade adsorvente, saturando em alguns minutos;
g) como o auxílio da microscopia eletrônica de varredura, observou-se grande acúmulo de
grânulos de enxofre extracelular, corroborada com a análise de EDX, além da constatação
da presença de cocos e bacilos em todas as amostras;
h) o rebaixo e a colmatação do leito, provavelmente por produtos da oxidação do H
2
S, não
afetaram consideravelmente a eficiência do sistema;
i) o tempo de detenção aproximado de 50 segundos mostrou-se viável para este sistema;
j) a adição de bicarbonato nos meios suportes antes do preenchimento das colunas
tamponou os sistemas por 63 dias. Após isso, ouve necessidade de adição de fonte de
bicarbonato para a manutenção do pH na faixa de 6-8;
k) as taxas de carregamento aplicadas (até 80 g.m
3
.h
-1
) são superiores ao valor típico
verificado em muitas emissões industriais;
l) as eficiências atingidas nesse estudo se mantiveram acima dos 97% e muito próximas a
100% o que comprova a efetiva capacidade de degradação dos biofiltros;
m) as capacidades máximas de eliminação de sulfeto de hidrogênio para os biofiltros
preenchidos com espuma de poliuretano, bagaço de cana e fibra de coco não foi
alcançada, mas as capacidades de eliminação médias foram, respectivamente, 74, 79 e 75
g.m
-3
.h
-1
.
135
7 SUGESTÕES
Como sugestões de continuidade deste trabalho, têm-se:
a) avaliar a utilização de outros materiais suporte alternativos;
b) estudar a cinética de crescimento de diferentes inóculos aeróbios para o tratamento
de H
2
S;
c) estudar a dinâmica de crescimento da biomassa durante a operação dos biofiltros;
d) encontrar a máxima capacidade de eliminação do sistema;
e) avaliar outros métodos de determinação do sulfeto de hidrogênio, como a
cromatografia gasosa;
f) submeter o sistema à diferentes misturas de gases, como por exemplo, o H
2
S e a
amônia;
g) avaliar a aplicação de biofiltros em escalas maiores;
h) modelar o sistema a partir de outras equações propostas ou elaborar um modelo
para o biofiltro;
i) realizar estudos de repetitividade e reprodutibilidade;
j) quantificar a eficiência de distribuidores e redistribuidores de líquidos;
k) realizar estudos com traçadores para verificar o real comportamento hidrodinâmico
do sistema;
l) relacionar a perda de carga em função do tempo de crescimento da biomassa;
m) verificar o comportamento do sistema em função da variação da temperatura.
136
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Engenharia Química) – Departamento de Engenharia Química, Universidade Federal de São
Carlos, São Carlos-SP, 1985. 165 p.
Apêndice
143
Tabela A1 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Espuma de Poliuretano
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%)
TCMV (g.m³.h
-1
) CE (g.m³.h
-1
)
1 0,2320 166
0,0017 1 99,3 16,13 16,01
2 0,2440 175
0,0000 0 100,0 16,96 16,96
3 0,2490 179
0,0012 1 99,5 17,31 17,23
4 0,2545 183
0,0000 0 100,0 17,69 17,69
5 0,2490 179
0,0000 0 100,0 17,31 17,31
6 0,2380 171
0,0000 0 100,0 16,55 16,55
7 0,2525 181
0,0029 2 98,9 17,55 17,35
8 0,2585 185
0,0000 0 100,0 17,97 17,97
9 0,2540 182
0,0000 0 100,0 17,66 17,66
10 0,2670 191
0,0000 0 100,0 18,56 18,56
11 0,2370 170
0,0000 0 100,0 16,48 16,48
12 0,2535 182
0,0000 0 100,0 17,62 17,62
13 0,2515 180
0,0000 0 100,0 17,48 17,48
14 0,2630 189
0,0017 1 99,3 18,28 18,16
15 0,2225 160
0,0000 0 100,0 15,47 15,47
16 0,2775 199
0,0000 0 100,0 19,29 19,29
17 0,2580 185
0,0006 0 99,8 17,94 17,90
18 0,2725 195
0,0000 0 100,0 18,94 18,94
19 0,2960 212
0,0000 0 100,0 20,58 20,58
20 0,2825 203
0,0000 0 100,0 19,64 19,64
21 0,2475 177
0,0006 0 99,8 17,21 17,17
22 0,2905 208
0,0000 0 100,0 20,20 20,20
23 0,2780 199
0,0000 0 100,0 19,33 19,33
24 0,2675 192
0,0000 0 100,0 18,60 18,60
25 0,4775 342 0,0000 0 100,0 33,20 33,20
26 0,4260 306 0,0006 0 99,9 29,61 29,57
27 0,4560 327 0,0000 0 100,0 31,70 31,70
28 0,4365 313 0,0006 0 99,9 30,34 30,30
29 0,4590 329 0,0000 0 100,0 31,91 31,91
30 0,4990 358 0,0029 2 99,4 34,69 34,49
144
Tabela A1 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Espuma de Poliuretano (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%) TCMV (g.m³.h
-1
) CE (g.m³.h
-1
)
31 0,4835 347 0,0000 0 100,0 33,61 33,61
32 0,4815 345 0,0006 0 99,9 33,47 33,43
33 0,4650 333 0,0000 0 100,0 32,33 32,33
34 0,4525 325 0,0000 0 100,0 31,46 31,46
35 0,4650 333 0,0000 0 100,0 32,33 32,33
36 0,4365 313 0,0000 0 100,0 30,34 30,34
37 0,5015 360 0,0000 0 100,0 34,86 34,86
38 0,4535 325 0,0000 0 100,0 31,53 31,53
39 0,4200 301 0,0000 0 100,0 29,20 29,20
40 0,4425 317 0,0000 0 100,0 30,76 30,76
41 0,4670 335 0,0000 0 100,0 32,47 32,47
42 0,4175 299 0,0000 0 100,0 29,02 29,02
43 0,4960 356 0,0000 0 100,0 34,48 34,48
44 0,4660 334 0,0000 0 100,0 32,40 32,40
45 0,4480 321 0,0000 0 100,0 31,14 31,14
46 0,4015 288 0,0006 0 99,9 27,91 27,87
47 0,4315 309 0,0000 0 100,0 30,00 30,00
48 0,5010 359 0,0000 0 100,0 34,83 34,83
49 0,4725 339 0,0000 0 100,0 32,85 32,85
50 0,4850 348 0,0006 0 99,9 33,72 33,68
51 0,4495 322 0,0000 0 100,0 31,25 31,25
52 0,4640 333 0,0000 0 100,0 33,51 33,51
53 0,4651 334 0,0000 0 100,0 33,59 33,59
54 0,4150 298 0,0000 0 100,0 29,97 29,97
55 0,4470 321 0,0000 0 100,0 32,28 32,28
56 0,4485 322 0,0000 0 100,0 32,39 32,39
57 0,7100 509 0,0000 0 100,0 51,28 51,28
58 0,6400 459 0,0000 0 100,0 46,22 46,22
59 0,7340 526 0,0000 0 100,0 53,01 53,01
60 0,6990 501 0,0000 0 100,0 50,48 50,48
145
Tabela A1 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Espuma de Poliuretano (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%)
TCMV (g.m³.h
-
1
)
CE (g.m³.h
-1
)
61 0,8340 598 0,0000 0 100,0 60,23 60,23
62 0,7690 551 0,0000 0 100,0 55,54 55,54
63 0,7580 544 0,0000 0 100,0 54,74 54,74
64 0,6900 495 0,0000 0 100,0 49,83 49,83
65 0,7850 563 0,0000 0 100,0 56,69 56,69
66 0,7100 509 0,0006 0 99,9 51,28 51,24
67 0,6930 497 0,0000 0 100,0 50,05 50,05
68 0,7560 542 0,0000 0 100,0 54,60 54,60
69 0,6940 498 0,0000 0 100,0 50,12 50,12
70 0,7090 508 0,0000 0 100,0 51,21 51,21
71 0,7270 521 0,0012 1 99,8 52,51 52,42
72 0,6960 499 0,0000 0 100,0 50,27 50,27
73 0,7790 559 0,0000 0 100,0 56,26 56,26
74 0,6910 496 0,0000 0 100,0 49,91 49,91
75 0,6630 475 0,0000 0 100,0 47,88 47,88
76 0,7750 556 0,0000 0 100,0 55,97 55,97
77 0,7720 554 0,0000 0 100,0 55,76 55,76
78 0,7400 531 0,0000 0 100,0 53,44 53,44
79 0,7050 506 0,0000 0 100,0 50,92 50,92
80 0,6600 473 0,0000 0 100,0 47,67 47,67
81 0,6970 500 0,0000 0 100,0 50,34 50,34
82 0,7850 563 0,0000 0 100,0 56,69 56,69
83 0,7060 506 0,0000 0 100,0 50,99 50,99
84 0,6940 498 0,0000 0 100,0 50,12 50,12
85 0,6890 494 0,0000 0 100,0 49,76 49,76
86 0,7760 556 0,0000 0 100,0 56,04 56,04
87 0,7080 508 0,0012 1 99,8 51,13 51,05
88 0,9290 666 0,0000 0 100,0 67,09 67,09
89 0,9160 657 0,0017 1 99,8 66,16 66,03
90 0,8290 595 0,0006 0 99,9 59,87 59,83
146
Tabela A1 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Espuma de Poliuretano (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%) TCMV (g.m³.h
-1
) CE (g.m³.h
-1
)
91 0,9520 683 0,0035 2 99,6 68,76 68,51
92 0,8890 638 0,0000 0 100,0 64,21 64,21
93 0,9770 701 0,0000 0 100,0 70,56 70,56
94 0,8500 610 0,0006 0 99,9 61,39 61,35
95 0,8360 600 0,0012 1 99,9 60,38 60,29
96 0,9000 645 0,0000 0 100,0 65,00 65,00
97 1,0020 719 0,0000 0 100,0 72,37 72,37
98 0,9100 653 0,0017 1 99,8 74,40 74,26
99 0,8160 585 0,0144 10 98,2 66,72 65,54
100 0,8770 629 0,0035 2 99,6 71,70 71,42
147
Tabela A2 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Bagaço de Cana
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%) TCMV (g.m³.h
-1
) CE (g.m³.h
-1
)
1 0,2320 166
0,00173 1 99,25 16,94 16,82
2 0,2440 175
0,00000 0 100,00 17,82 17,82
3 0,2490 179
0,00000 0 100,00 18,22 18,22
4 0,2545 183
0,00000 0 100,00 18,59 18,59
5 0,2490 179
0,00000 0 100,00 18,19 18,19
6 0,2380 171
0,00000 0 100,00 17,38 17,38
7 0,2525 181
0,00115 1 99,54 18,44 18,36
8 0,2585 185
0,00173 1 99,33 18,88 18,75
9 0,2540 182
0,00000 0 100,00 18,55 18,55
10 0,2670 191
0,00000 0 100,00 19,50 19,50
11 0,2370 170
0,00000 0 100,00 17,31 17,31
12 0,2535 182
0,00000 0 100,00 18,51 18,51
13 0,2515 180
0,00000 0 100,00 18,37 18,37
14 0,2630 189
0,00000 0 100,00 19,21 19,21
15 0,2225 160
0,00000 0 100,00 16,25 16,25
16 0,2775 199
0,00115 1 99,58 20,27 20,18
17 0,2580 185
0,00000 0 100,00 18,84 18,84
18 0,2725 195
0,00000 0 100,00 19,90 19,90
19 0,2960 212
0,00000 0 100,00 21,62 21,62
20 0,2825 203
0,00000 0 100,00 20,63 20,63
21 0,2475 177
0,00000 0 100,00 18,08 18,08
22 0,2905 208
0,00000 0 100,00 21,22 21,22
23 0,2780 199
0,00000 0 100,00 20,30 20,30
24 0,2675 192
0,00000 0 100,00 19,54 19,54
25 0,4775 342 0,0000 0 100,00 34,87 34,87
26 0,4260 306 0,0000 0 100,00 31,11 31,11
27 0,4560 327 0,0000 0 100,00 33,30 33,30
28 0,4365 313 0,0000 0 100,00 31,88 31,88
29 0,4590 329 0,0000 0 100,00 33,52 33,52
30 0,4990 358 0,0017 1 99,65 36,44 36,32
148
Tabela A2 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Bagaço de Cana (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%) TCMV (g.m³.h
-1
) CE (g.m³.h
-1
)
31 0,4835 347 0,0000 0 100,00 35,31 35,31
32 0,4815 345 0,0000 0 100,00 35,17 35,17
33 0,4650 333 0,0000 0 100,00 33,96 33,96
34 0,4525 325 0,0000 0 100,00 33,05 33,05
35 0,4650 333 0,0000 0 100,00 33,96 33,96
36 0,4365 313 0,0000 0 100,00 31,88 31,88
37 0,5015 360 0,0000 0 100,00 36,63 36,63
38 0,4535 325 0,0000 0 100,00 33,12 33,12
39 0,4200 301 0,0000 0 100,00 30,67 30,67
40 0,4425 317 0,0000 0 100,00 32,32 32,32
41 0,4670 335 0,0000 0 100,00 34,11 34,11
42 0,4175 299 0,0000 0 100,00 30,49 30,49
43 0,4960 356 0,0000 0 100,00 36,22 36,22
44 0,4660 334 0,0000 0 100,00 38,10 38,10
45 0,4480 321 0,0000 0 100,00 36,63 36,63
46 0,4015 288 0,0000 0 100,00 32,83 32,83
47 0,4315 309 0,0000 0 100,00 35,28 35,28
48 0,5010 359 0,0000 0 100,00 40,96 40,96
49 0,4725 339 0,0000 0 100,00 38,63 38,63
50 0,4850 348 0,0000 0 100,00 39,65 39,65
51 0,4495 322 0,0000 0 100,00 36,75 36,75
52 0,4640 333 0,0000 0 100,00 37,94 37,94
53 0,4651 334 0,0000 0 100,00 38,02 38,02
54 0,4150 298 0,0000 0 100,00 33,93 33,93
55 0,4470 321 0,0000 0 100,00 36,55 36,55
56 0,4485 322 0,0000 0 100,00 36,67 36,67
57 0,7100 509 0,0000 0 100,0 58,05 58,05
58 0,6400 459 0,0000 0 100,0 52,33 52,33
59 0,7340 526 0,0000 0 100,0 60,01 60,01
60 0,6990 501 0,0000 0 100,0 57,15 57,15
149
Tabela A2 -Dados da operação do Biofiltro preenchido com Bagaço de Cana (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%)
TCMV (g.m³.h
-1
)
CE (g.m³.h
-1
)
61 0,8340 598 0,0000 0 100,0 68,19 68,19
62 0,7690 551 0,0000 0 100,0 62,87 62,87
63 0,7580 544 0,0000 0 100,0 61,97 61,97
64 0,6900 495 0,0006 0 99,9 56,42 56,37
65 0,7850 563 0,0000 0 100,0 64,18 64,18
66 0,7100 509 0,0017 1 99,8 58,05 57,91
67 0,6930 497 0,0000 0,0 100,0 56,66 56,66
68 0,7560 542 0,0000 0,0 100,0 61,81 61,81
69 0,6940 498 0,0000 0,0 100,0 56,74 56,74
70 0,7090 508 0,0000 0 100,00 57,97 57,97
71 0,7270 521 0,0000 0 100,00 59,44 59,44
72 0,6960 499 0,0000 0 100,0 56,91 56,91
73 0,7790 559 0,0000 0 100,0 63,69 63,69
74 0,6910 496 0,0000 0 100,0 56,50 56,50
75 0,6630 475 0,0000 0 100,0 54,21 54,21
76 0,7750 556 0,0087 6 98,9 63,36 62,66
77 0,7720 554 0,0173 12 97,8 63,12 61,70
78 0,7400 531 0,0271 19 96,3 60,50 58,29
79 0,7050 506 0,0127 9 98,2 57,64 56,60
80 0,6600 473 0,0029 2 99,6 53,96 53,73
81 0,6970 500 0,0000 0 100,0 56,99 56,99
82 0,7850 563 0,0000 0 100,0 64,18 64,18
83 0,7060 506 0,0000 0 100,0 57,72 57,72
84 0,6940 498 0,0000 0 100,0 56,74 56,74
85 0,6890 494 0,0000 0 100,0 56,33 56,33
86 0,7760 556 0,0000 0 100,0 63,45 63,45
87 0,7080 508 0,0000 0 100,0 57,89 57,89
88 0,9290 666 0,0017 1 99,81 75,96 75,81
89 0,9160 657 0,0023 2 99,75 74,89 74,70
90 0,8290 595 0,0006 0 99,93 67,78 67,73
150
Tabela A2 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Bagaço de Cana (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%)
TCMV (g.m³.h
-1
) CE (g.m³.h
-1
)
91 0,9520 683 0,0029 2 99,70 77,84 77,60
92 0,8890 638 0,0006 0 99,94 72,69 72,64
93 0,9770 701 0,0052 4 99,47 79,88 79,46
94 0,8500 610 0,0035 2 99,59 69,50 69,21
95 0,8360 600 0,0179 13 97,86 68,35 66,89
96 0,9000 645 0,0115 8 98,72 73,58 72,64
97 1,0020 719 0,0225 16 97,75 81,92 80,08
98 0,9100 653 0,0035 2 99,62 74,40 74,12
99 0,8160 585 0,0087 6 98,94 66,72 66,01
100 0,8770 629 0,0035 2 99,61 71,70 71,42
151
Tabela A3 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Fibra de Coco
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%) TCMV (g.m³.h
-1
) CE (g.m³.h
-1
)
1 0,2320 166
0,0023 2 99,01 17,14 16,97
2 0,2440 175
0,0000 0 100,00 18,02 18,02
3 0,2490 179
0,0000 0 100,00 18,43 18,43
4 0,2545 183
0,0000 0 100,00 18,80 18,80
5 0,2490 179
0,0000 0 100,00 18,39 18,39
6 0,2380 171
0,0000 0 100,00 17,58 17,58
7 0,2525 181
0,0012 1 99,54 18,65 18,57
8 0,2585 185
0,0000 0 100,00 19,09 19,09
9 0,2540 182
0,0000 0 100,00 18,76 18,76
10 0,2670 191
0,0000 0 100,00 19,72 19,72
11 0,2370 170
0,0000 0 100,00 17,51 17,51
12 0,2535 182
0,0000 0 100,00 18,72 18,72
13 0,2515 180
0,0000 0 100,00 18,58 18,58
14 0,2630 189
0,0006 0 99,78 19,43 19,38
15 0,2225 160
0,0000 0 100,00 16,43 16,43
16 0,2775 199
0,0012 1 99,58 20,50 20,41
17 0,2580 185
0,0017 1 99,33 19,06 18,93
18 0,2725 195
0,0000 0 100,00 20,13 20,13
19 0,2960 212
0,0000 0 100,00 21,86 21,86
20 0,2825 203
0,0000 0 100,00 20,87 20,87
21 0,2475 177
0,0000 0 100,00 18,28 18,28
22 0,2905 208
0,0000 0 100,00 21,46 21,46
23 0,2780 199
0,0000 0 100,00 20,53 20,53
24 0,2675 192
0,0000 0 100,00 19,76 19,76
25 0,4775 342 0,0000 0 100,00 35,27 35,27
26 0,4260 306 0,0000 0 100,00 31,47 31,47
27 0,4560 327 0,0000 0 100,00 33,68 33,68
28 0,4365 313 0,0000 0 100,00 32,24 32,24
29 0,4590 329 0,0000 0 100,00 33,90 33,90
30 0,4990 358 0,0012 1 99,77 36,86 36,77
152
Tabela A3 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Fibra de Coco (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%) TCMV (g.m³.h
-1
) CE (g.m³.h
-1
)
31 0,4835 347 0,0000 0 100,00 35,71 35,71
32 0,4815 345 0,0000 0 100,00 35,57 35,57
33 0,4650 333 0,0000 0 100,00 34,35 34,35
34 0,4525 325 0,0000 0 100,00 33,42 33,42
35 0,4650 333 0,0000 0 100,00 34,35 34,35
36 0,4365 313 0,0000 0 100,00 32,24 32,24
37 0,5015 360 0,0000 0 100,00 37,04 37,04
38 0,4535 325 0,0000 0 100,00 33,50 33,50
39 0,4200 301 0,0000 0 100,00 31,02 31,02
40 0,4425 317 0,0000 0 100,00 32,68 32,68
41 0,4670 335 0,0000 0 100,00 34,49 34,49
42 0,4175 299 0,0000 0 100,00 30,84 30,84
43 0,4960 356 0,0000 0 100,00 36,64 36,64
44 0,4660 334 0,0000 0 100,00 34,42 34,42
45 0,4480 321 0,0000 0 100,00 33,09 33,09
46 0,4015 288 0,0000 0 100,00 29,66 29,66
47 0,4315 309 0,0000 0 100,00 31,87 31,87
48 0,5010 359 0,0000 0 100,00 37,01 37,01
49 0,4725 339 0,0000 0 100,00 34,90 34,90
50 0,4850 348 0,0000 0 100,00 35,82 35,82
51 0,4495 322 0,0000 0 100,00 33,20 33,20
52 0,4640 333 0,0000 0 100,00 34,27 34,27
53 0,4651 334 0,0000 0 100,00 34,35 34,35
54 0,4150 298 0,0000 0 100,00 30,65 30,65
55 0,4470 321 0,0000 0 100,00 33,02 33,02
56 0,4485 322 0,0000 0 100,00 33,13 33,13
57 0,7100 509 0,0000 0 100,0 52,44 52,44
58 0,6400 459 0,0000 0 100,0 47,27 47,27
59 0,7340 526 0,0000 0 100,0 54,22 54,22
60 0,6990 501 0,0000 0 100,0 51,63 51,63
153
Tabela A3 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Fibra de Coco (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%)
TCMV (g.m³.h
-1
)
CE (g.m³.h
-1
)
61 0,8340 598 0,0000 0 100,0 61,60 61,60
62 0,7690 551 0,0000 0 100,0 56,80 56,80
63 0,7580 544 0,0000 0 100,0 55,99 55,99
64 0,6900 495 0,0006 0 99,9 50,97 50,92
65 0,7850 563 0,0000 0 100,0 57,98 57,98
66 0,7100 509 0,0000 0 100,0 52,44 52,44
67 0,6930 497 0,0000 0,0 100,0 51,19 51,19
68 0,7560 542 0,0000 0,0 100,0 55,84 55,84
69 0,6940 498 0,0000 0,0 100,0 51,26 51,26
70 0,7090 508 0,0000 0 100,0 52,37 52,37
71 0,7270 521 0,0000 0 100,0 53,70 53,70
72 0,6960 499 0,0000 0 100,0 51,41 51,41
73 0,7790 559 0,0000 0 100,0 57,54 57,54
74 0,6910 496 0,0000 0 100,0 51,04 51,04
75 0,6630 475 0,0000 0 100,0 48,97 48,97
76 0,7750 556 0,0000 0 100,0 57,24 57,24
77 0,7720 554 0,0000 0 100,0 58,35 58,35
78 0,7400 531 0,0000 0 100,0 55,93 55,93
79 0,7050 506 0,0000 0 100,0 53,28 53,28
80 0,6600 473 0,0000 0 100,0 49,88 49,88
81 0,6970 500 0,0006 0 99,9 52,68 52,64
82 0,7850 563 0,0000 0 100,0 59,33 59,33
83 0,7060 506 0,0000 0 100,0 53,36 53,36
84 0,6940 498 0,0000 0 100,0 52,45 52,45
85 0,6890 494 0,0000 0 100,0 52,08 52,08
86 0,7760 556 0,0000 0 100,0 58,65 58,65
87 0,7080 508 0,0000 0 100,0 53,51 53,51
88 0,9290 666 0,0012 1 99,88 70,22 70,13
89 0,9160 657 0,0006 0 99,94 69,23 69,19
90 0,8290 595 0,0006 0 99,93 62,66 62,61
154
Tabela A3 - Dados da operação do Biofiltro preenchido com Fibra de Coco (Continuação)
Centrada Csaída
Dia de
operação
(mg/L) (ppm) (mg/L) (ppm)
Eficiência (%) TCMV (g.m³.h
-1
)
CE (g.m³.h
-1
)
91 0,9520 683 0,0029 2 99,70 71,95 71,74
92 0,8890 638 0,0006 0 99,94 67,19 67,15
93 0,9770 701 0,0006 0 99,94 73,84 73,80
94 0,8500 610 0,0012 1 99,86 64,24 64,16
95 0,8360 600 0,0202 14 97,58 63,19 61,66
96 0,9000 645 0,0075 5 99,17 68,02 67,46
97 1,0020 719 0,0127 9 98,73 75,73 74,77
98 0,9100 653 0,0000 0 100,00 74,40 74,40
99 0,8160 585 0,0000 0 100,00 66,72 66,72
100 0,8770 629 0,0006 0 99,93 71,70 71,66
155
Ensaios Hidrodinâmicos
Tabela A4 - Dados do ensaio hidrodinâmico do ensaio com a espuma de poliuretano seca
Tabela A4 - Dados do ensaio hidrodinâmico do ensaio com o bagaço de cana seco
Tabela A4 - Dados do ensaio hidrodinâmico do ensaio com a fibra de coco seca
MEDIDA 1 MEDIDA 2 MÉDIA
Q (cm3/s) ∆P (mca) ∆P (dyn.cm
-2
) ∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
Q (cm
3
/s) ∆P (mca) ∆P (dyn.cm
-2
) ∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
12,47 0,003 306,59 4,03 15,08 0,003 306,59 4,0341 4,03
30,64 0,005 493,21 6,49 27,76 0,005 493,21 6,4896 6,49
57,49 0,012 1186,37 15,61 54,39 0,01 986,42 12,9792 14,29
82,59 0,019 1866,2 24,56 81,94 0,018 1772,89 23,3275 23,94
112,56 0,033 3239,19 42,62 114,13 0,03 2945,93 38,7622 40,69
137,04 0,038 3732,4 49,11 139,27 0,04 3932,35 51,7414 50,43
MEDIDA 1 MEDIDA 2 MÉDIA
Q (cm
3
/s) ∆P (mca) ∆P (dyn.cm
-2
) ∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
Q (cm3/s) ∆P (mca) ∆P (dyn.cm
-2
) ∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
15,08 0,003 306,59 4,03 14,93 0,003 306,59 4,0341 4,03
30,54 0,006 599,85 7,89 27,76 0,005 493,21 6,4896 7,19
58,22 0,012 1186,37 15,61 55,18 0,012 1186,37 15,6101 15,61
83,57 0,019 1866,2 24,56 81,94 0,02 1972,84 25,9584 25,26
112,53 0,03 2945,93 38,76 110,86 0,03 2945,93 38,7622 38,76
132,87 0,04 3932,35 51,74 138,44 0,039 3825,71 50,3383 51,04
MEDIDA 1 MEDIDA 2 MÉDIA
Q (cm
3
/s) ∆P (mca) ∆P (dyn.cm
-2
) ∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
Q (cm3/s) ∆P (mca) ∆P (dyn.cm
-2
) ∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
∆P/L (g.cm
-2
.s
-2
)
15,08 0,001 106,64 1,40 15,08 0,002 199,95 2,6309 2,02
29,18 0,004 399,9 5,26 31,85 0,006 599,85 7,8928 6,58
57,47 0,013 1279,68 16,84 53,78 0,013 1279,68 16,8379 16,84
82,47 0,024 2359,41 31,04 80,31 0,023 2266,1 29,8171 30,43
112,53 0,035 3439,14 45,25 113,74 0,032 3145,88 41,3932 43,32
133,98 0,045 4425,56 58,23 136,33 0,04 3932,35 51,7414 54,99
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