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CAROLINA GASCH MOREIRA
AVALIAÇÃO DA DIVERSIDADE E BIOMASSA DE FUNGOS ASSOCIADOS A
FOLHAS EM DECOMPOSIÇÃO DE TIBOUCHINA PULCHRA COGN. SUBMERSAS EM
RESERVATÓRIOS DO PARQUE ESTADUAL DAS FONTES DO IPIRANGA (PEFI), SÃO
PAULO, SP
Dissertação apresentada ao Instituto de Botânica da
Secretaria do Meio Ambiente do Estado de São
Paulo como parte dos requisitos exigidos para a
obtenção do Título de Mestre em Biodiversidade
Vegetal e Meio Ambiente, Área de concentração
Plantas Avasculares e Fungos em Análises
Ambientais.
São Paulo
2006
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CAROLINA GASCH MOREIRA
AVALIAÇÃO DA DIVERSIDADE E BIOMASSA DE FUNGOS ASSOCIADOS A
FOLHAS EM DECOMPOSIÇÃO DE TIBOUCHINA PULCHRA COGN. SUBMERSAS EM
RESERVATÓRIOS DO PARQUE ESTADUAL DAS FONTES DO IPIRANGA (PEFI), SÃO
PAULO, SP
Dissertação apresentada ao Instituto de Botânica da
Secretaria do Meio Ambiente do Estado de São
Paulo como parte dos requisitos exigidos para a
obtenção do Título de Mestre em Biodiversidade
Vegetal e Meio Ambiente, Área de concentração
Plantas Avasculares e Fungos em Análises
Ambientais.
Orientadora: Dra. Iracema Helena Schoenlein-Crusius
São Paulo
2006
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i
Dedico este trabalho aos meus pais Walesca
Teresinha Gasch e João Américo Fraga Moreira,
meus grandes e eternos amigos, incentivadores
deste meu caminhar através da profissão e da
vida.
ii
AGRADECIMENTOS
Agradeço a todos que torceram por mim durante este processo de aprendizagem e em
especial,
À minha orientadora, Dra. Iracema Helena Schoenlein-Crusius, Pesquisadora Científica da
Seção de Micologia e Liquenologia do Instituto de Botânica, pela orientação, paciência, incentivo,
ensinamentos, amizade e principalmente pela confiança e oportunidade de desenvolver tal estudo.
A todos os pesquisadores da Seção de Micologia e Liquenologia, em especial, a Dra. Rosely
Piccolo Grandi pelos ensinamentos quanto às identificações dos fungos anamórfos e a Dra. Carmen
Lídia Amorim Pires-Zottarelli pela enorme ajuda nas identificações dos fungos zoospóricos e
incentivo ao meu trabalho.
Ao Dr. Adauto Ivo Milanez, por manter aberta sua sala, disponibilizando suas revistas e
livros.
À Dra. Denise de Campos Bicudo, pela oportunidade a mim concebida para
acompanhamento das atividades de laboratório da equipe de Ecologia Aquática na Seção de
Ecologia e grande ajuda e enorme incentivo dado para a conclusão deste trabalho.
A CAPES e ao CNPq, pelo auxílio financeiro que possibilitou a realização deste estudo.
Ao Dr. Marcos Tiné, Pesquisador da Seção de Fisiologia e Bioquímica pelas ajudas nas
liofilizações dos materiais para análise.
Ao Prof. Dr. Irineu Bianchini Jr. e a Dra. Marcela Cunha-Santino pela disponibilização dos
equipamentos e de seus preciosos tempos durante análises referentes a este trabalho.
Aos Pesquisadores Científicos Msc. José Ivanildo de Souza e Dra. Vera Vitalli pela amizade
e incentivo.
À técnica, hoje aposentada, Maria Dorotéria Ferreira Trude, pela enorme ajuda no
laboratório, sem elas o cumprimento deste trabalho seria muito mais difícil.
Em especial ao MSc. Ricardo Ribeiro da Silva, pós-graduando do Instituto de Botânica e ao
Dr. Dácio Roberto Matheus, pesquisados do Instituto de Botânica, pela ajuda quanto a metodologia
utilizada para realização de grande parte deste trabalho.
Ao Instituto Astronômico e Geofísico da Universidade de São Paulo (IAG) pelos dados
climáticos cedidos ao trabalho.
iii
Aos estagiários e pós-graduandos, meus queridos amigos, da Seção de Micologia e
Liquenologia, Alexandra, Luiza, Carla, Luciana Jandelli, Luciana Canês, Cristiane, Patrícia, Iane,
Priscila, Maria Luiza, Tatiane, Cássia, Nara, Glauciane, Marina, Ricardo, Serginho, Felipe,
Adriano, Milton.
À Zelinda Raimunda Barbosa Santana pelas ajudas na limpeza dos materiais e os cafés do
meio da tarde e à funcionária Rosemeire pelo apoio administrativo à pesquisa.
Aos funcionários da pós-graduação, em especial a Márcia Regina Ângelo, pela paciência e
ajuda nestes dois anos e meio.
Aos funcionários da Biblioteca do Instituto de Botânica, Jéferson Aparecido de Souza, Suely
Paiva de Calda e Maria Helena S. C. F. Gallo.
À Ilka Vercellino e Luciane Crossetti, pós-graduandas da Seção de Ecologia do Instituto de
Botânica pela ajuda com os dados abióticos dos lagos.
Aos meus amigos e colegas do alojamento, dos quais sinto muitas saudades, pelas risadas e
pela companhia durante minha estadia.
Á Diretoria do Instituto de Botânica, pela autorização das dependências do Instituto, bem
com sua infra-estrutura.
À Irene Francisca Lucatto, funcionária da Secretaria da Agricultura, pelas inúmeras cópias
de xérox realizadas durante este período, inclusive esta cópia, que finaliza mais uma etapa.
Aos meus colegas da Unisa – Universidade de Santo Amaro, Prof. Paulo Affonso, Prof.
Marco Aurélio, Prof. Carl, Prof. Reinaldo, Prof.ª Eliana, Prof.ª Claudia Liba, Prof. Paulo Marinho,
Marcos, Isabela e em especial a Prof.ª Tereza Marinho e ao Prof. André Cordeiro dos Santos pela
confiança e oportunidade neste meu início de carreia.
À Dra. Milene Tino de Franco e a Prof.ª Gláucia Inglez pela oportunidade que me
concederam durante minha passagem pelo Museu de Microbiologia do Instituto Butantan
Aos meus alunos e em especial a Alyne, Juliana, Allan e Cátia pela força neste final de
trabalho, obrigada pela torcida, pensamento positivo, amizade, confiança e pela compreensão.
A todos os meus amigos, em especial a Renato (Tatu), Elvira, Gilberto, Luana, Priscila,
Luiz (PC).
À minha família, não só grande de tamanho, mas também grande de coração e amor.
Aos meus primos queridos, Eduardo, Diego, Gabriel, Elaine, Douglas, hoje um pouco
distantes, mas eternamente guardados em meu coração.
iv
Ao meu namorado, Fabio Fonseca Pereira, muito obrigada pela paciência, carinho,
companheirismo, amor e confiança e principalmente ajuda no final deste trabalho.
Aos meus pais, por sempre estarem do meu lado, mesmo quando em discordância às minhas
atitudes, proporcionando suporte à minha vida.
E a todos aqueles não nomeados nestas folhas, mas que me auxiliaram no meu caminhar
durante esta curta, mas árdua etapa de minha vida.
E a Deus, pela minha vida e pelas possibilidades que muitas vezes coloca em meu caminho,
demonstrando como pai que é, e pelo eterno cuidado e amor.
v
ÍNDICE
Resumo .......................................................................................................................................... vii
Abstract .......................................................................................................................................... ix
1. Introdução .................................................................................................................................. 1
1.1. Importância dos fungos nos ambientes aquáticos .............................................................. 1
1.2. Sucessão fúngica durante a decomposição de folha em ambientes aquáticos ................... 8
1.3 Decomposição em ambientes aquáticos ............................................................................. 12
1.4. Ergosterol como medida de biomassa fúngica .................................................................. 16
1.5. Área de Estudo.................................................................................................................... 20
1.6. Trabalhos sobre fungos realizados no Parque Estadual das Fontes do Ipiranga ............... 23
2. Objetivos .................................................................................................................................... 27
3. Material e Métodos .................................................................................................................... 27
3.1. Descrição das áreas de estudo .......................................................................................... 27
3.2. Preparos dos experimentos de campo e coletas ................................................................ 31
3.3. Isolamento e identificação dos fungos associados ao substrato em decomposição ......... 32
3.4. Determinação da velocidade de decomposição das folhas de T. pulchra Cogn. .............. 34
3.5. Quantificação do ergosterol contido nas folhas ................................................................ 35
3.6. Forma de tratamento dos resultados ................................................................................. 38
4. Resultados e Discussão .............................................................................................................. 40
4.1. Variáveis climáticas .......................................................................................................... 40
4.2. Dados abióticos das águas dos lagos ............................................................................... 41
4.3. Sucessão fúngica durante a decomposição das folhas de Tibouchina pulchra ................ 45
4.4. Determinação da velocidade de decomposição das folhas ............................................... 64
4.5. Análise de ergosterol das folhas em decomposição ......................................................... 74
4.6. Análise integrada dos dados abióticos e bióticos ............................................................. 85
5. Conclusões.................................................................................................................................. 89
vi
6. Referências Bibliográficas ......................................................................................................... 91
vii
RESUMO
O Parque Estadual das Fontes do Ipiranga (PEFI) constitui uma das últimas reservas de mata
atlântica de planalto na cidade de São Paulo, ocupando área de cerca de 526,38 ha na parte sudeste
do município em limite com o município de Diadema. Por se situar em área urbana o Parque sofre
grandes perturbações. Entre os muitos reservatórios que possui, o Lago das Garças e o Lago das
Ninféias, os quais são considerados respectivamente hipereutrófico e mesotrófico, foram escolhidos
para o desenvolvimento do presente trabalho. O objetivo principal deste estudo foi o de comparar a
sucessão fúngica, concentração de ergosterol e a velocidade de decomposição, em folhas submersas
nos dois lagos mencionados. Para isto, sacos de tela de náilon com malha de 1 mm contendo folhas
secas de Tibouchina pulchra Cogn foram submersas concomitantemente a 40 cm de profundidade
às margens dos dois lagos, e coletados regularmente de quinze em quinze dias durante 77 dias.
Durante as coletas algumas variáveis abióticas das águas, como pH, temperatura, oxigênio
dissolvido, e condutividade foram mensuradas utilizando-se a multissonda U10 Horiba. Os fungos
foram isolados através da técnica de lavagens sucessivas de fragmentos de folhas, seguidas de
inoculação em meio batata-dextrose-ágar e incubação em câmaras úmidas. Alíquotas das folhas
lavadas foram também incubadas em água destilada estéril com adição de substratos celulósicos,
queratinosos e quitinosos. A velocidade de decomposição das folhas foi estimada através do
coeficiente k de Olson e através da determinação da matéria orgânica remanescente das folhas. A
determinação do teor de ergosterol baseou-se em extração alcoólica e a análise através de leitura em
cromatografia líquida de alta performance (HPLC). O maior número de táxons de fungos (79) foi
observado nas folhas submersas no lago mesotrófico, incluindo duas novas citações para o Estado
de São Paulo Hyphochytrium catenoides Karling e Septochytrium macrosporum Karling. A
sucessão fúngica seguiu um padrão mais lento no lago mesotrófico. No Lago das Garças 63 táxons
de fungos foram obtidos. As folhas submersas no lago hipereutrófico apresentaram rápida taxa de
decomposição bem como maiores concentrações de ergosterol que o lago mesotrófico. A Análise de
Componentes Principais (ACP) demonstrou que as amostras de folhas coletadas foram separadas de
viii
acordo com o nível trófico dos reservatórios e também pelo espaço temporal, tempo de decaimento
da material orgânica. As amostras coletadas no Lago das Garças foram relacionadas com os maiores
teores de ergosterol contidos nas folhas, maiores valores de pH, oxigênio dissolvido, temperatura e
condutividade da água, menor número de táxons de fungos e menores valores de matéria orgânica
remanescente. As amostras coletadas no Lago das Ninféias, de maneira contrária, foram
relacionadas com os menores teores de ergosterol das folhas, menores valores de pH, oxigênio
dissolvido, temperatura e condutividade da água, maior número de táxons e maiores valores de
matéria orgânica remanescente. Pode-se concluir que o estado trófico dos lagos influenciou não
apenas quantitativamente, mas também qualitativamente os padrões de distribuição da sucessão
fúngica, concentração de ergosterol e taxa de decomposição das folhas submersas.
Palavras-chave: sucessão fúngica, ergosterol, velocidade de decomposição, fatores abióticos,
“Reservatório urbano”.
ix
ABSTRACT
The “Parque Estadual das Fontes do Ipiranga (PEFI)” is one of the last Atlantic rainforests
in the plateau of the city of São Paulo, occupying around 526,38 ha at the southeast part of the
municipality. Because of its urban localization the área has been submitted to several disturbances.
Among several lakes, the “Lago das Garças” and the “Lago das Ninféias”, which are considered
respectively hypereutrophic and mesotrophic, were chosen for the present work. The aims were the
comparison of the fungal succession, ergosterol content and decomposition rate of leaves
submerged in the two mentioned lakes. Nylon litter bags with 1mm mesh, containing air dried
leaves of Tibouchina pulchra Cogn were submerged at the same time at 40 cm depth at the margins
of the two lakes, and sampled regularly, from 15 to 15 days during 77 days. During the collections
some abiotic factors of the water, such as pH, temperature, dissolved oxygen and condutivity were
measured using an U10 Horiba equipment. Fungi were isolated by the leaf disks washing technique
followed by plating in potato-dextrose-agar media and moist chambers. Aliquots of the washed
leaves were also incubated in sterile distilled water added with cellulosic, queratinous and chitinous
substrates. The decompostion rate was estimated by the Olson’s k coefficient and the determination
of the remaining organic matter of the leaves. The determination of the ergosterol content was based
on the alcoholic extraction phase followed by HPLC analysis. Higher number of fungal taxa (79)
was observed in the leaves submerged in the mesotrophic lake, including two new records for the
State of São Paulo: Hyphochytrium catenoides Karling and Septochytrium macrosporum Karling.
The fungal succession followed a more slowly pattern in the mesotrophic lake. In the “Lago das
Garças”63 fungal taxa were obtained. The leaves submerged in the hypereutrophic lake presented
higher decomposition rates, higher ergosterol contents than the mesotrophic lake. The Principal
Component Analysis revealed that the leaf samples were separated according to the trophic level of
the lakes and also the decaying time. The samples collected from the “Lago das Garças” were
related with higher ergosterol contents, pH values, dissolved oxygen, temperature and condutivity
of the water, and also with lower number of fungal taxa and remaining organic matter of the leaves.
x
The samples of the “Lago das Ninféias” were related with lower ergosteral content, pH values,
dissolved oxygen, temperature and condutivity, and with higher number of fungal taxa and
remaining organic matter. It may be concluded that the trophic level of the lakes possibly influenced
not only quantitatively, but also the distribution pattern of the fungal succession, ergosterol content
and decomposition rate of the submerged leaves.
Key words: fungal succession, ergosterol, decomposition rate, abiotic factors, “urban reservoir”.
1
1. Introdução
1.1. Importância dos fungos nos ambientes aquáticos
A importância dos fungos para o ecossistema é amplamente conhecida e aceita, já que estes
são decompositores de matéria orgânica, possuem grande capacidade de degradação de resíduos
compostos por carbono e nitrogênio, como açúcares simples, celulose, hemicelulose, lignina,
pectinas, proteínas (quitina e queratina), além de xilano, ácidos húmicos, entre outras substâncias
(Kjøller & Struwe 1992, Moore-Landecher 1996).
Christensen (1989) descreveu algumas funções principais destes microrganismos no meio
ambiente, dentre elas de decompositores de matéria orgânica, sendo algumas espécies capazes de
sintetizar substâncias húmicas, característica que os faz participantes ativos na ciclagem de
nutrientes, estando envolvidos diretamente na mineralização de materiais orgânicos, além de
participantes da cadeia trófica promovendo a entrada de íons no sistema biótico. São considerados
os microrganismos com maior atividade sapróbia em ambientes terrestres e aquáticos, fundamentais
na ciclagem de elementos essenciais, mineralização, acumulação de materiais tóxicos e
desintoxicação de ambientes terrestres e aquáticos (Barlocher & Kendrick 1974, Christensen 1989).
A distribuição dos fungos sapróbios em diferentes ambientes depende de suas habilidades
como decompositores, ou habilidades saprofíticas, e de adaptação aos variados ambientes. Podem
ser cosmopolitas desenvolvendo-se em qualquer substrato e muitas vezes em qualquer ambiente, ou
podem ser restritos a ambientes e substratos determinados, outros podem decompor apenas certas
substâncias, estando presente somente em alguns períodos da decomposição de substratos. Muitos
fungos parasitas de plantas e outros parasitas de humanos e de animais podem agir como sapróbios,
muitas vezes demonstrando crescimento dimórfico (Kjøller & Struwe 1992, Dix & Webster 1995,
Alexopoulos et al. 1996).
A ação dos fungos como decompositores não se restringe apenas ao ambiente terrestre, nos
ecossistemas aquáticos podem ser encontrados em grande diversidade, atuantes na decomposição e
responsáveis por parte da ciclagem de nutrientes nestes ecossistemas, junto aos detritívoros e
2
bactérias (Dix & Webster 1995, Bälocher et al.1992, Alexopoulos et al. 1996, Schoenlein-Crusius
et al. 2004). Assim, os fungos participam da produção de biomassa do ambiente, atuando como
mediadores do fluxo de energia e de nutrientes, decompondo a matéria orgânica nos seus
componentes originais, dinamizando a ciclagem de nutrientes (Gessner & Chauvet 1993).
A maioria dos ambientes aquáticos continentais apresenta-se circundada por vegetação e em
contato direto com o ambiente terrestre pela região litorânea, recebendo periodicamente elevada
quantidade de material alóctone, constituída por matéria orgânica particulada e dissolvida,
provindas dos solos marginais e vegetação adjacente, levadas a estes ambientes por escoamento
superficial, ventos, chuvas e entrada de solo, responsável por assorear estes ambientes (Gessner
1999).
Um dos maiores constituintes do material alóctone é o material vegetal terrestre sendo maior
parte deste composta por folhas (Meguro et al. 1979) que para muitos ambientes aquáticos, constitui
na principal fonte de nutrientes (Bärlocher & Kendrick 1974, Bärlocher 1992, Esteves 1998). No
caso de lagos ou reservatórios, podem estar presentes macrófitas aquáticas em elevada densidade,
neste caso pode-se dizer que o material autóctone supera a importância de entrada de material
alóctone na ciclagem de nutrientes do sistema aquático (Wetzel 1993, Esteves 1998).
Da matéria orgânica particulada total que entra nos ambientes aquáticos apenas uma
pequena parte é prontamente utilizada pelos detritívoros, sendo necessária prévia colonização destas
por microrganismos, principalmente fungos, que as incrementam com compostos nitrogenados,
tornando-as mais palatáveis aos detritívoros e iniciando transformações de grande quantidade de
estoque de energia em formas mais prontamente aceitas por esses organismos (Witkamp & Van Der
Drift 1961, Kaushik & Hynes 1968, Bärlocher & Kendrick 1973, 1974, Bärlocher 1992).
Segundo Bärlocher & Kendrick (1974), os fungos têm sido reconhecidos como importantes
decompositores de matéria orgânica submersa, mostrando-se, nos primeiros estágios de
decomposição, muitas vezes mais ativos que as bactérias. Em trabalho realizado por Kaushik &
Hynes (1968) foram verificados acréscimos de proteínas acima de 11% em folhas colonizadas por
3
fungos, não sendo visualizado o mesmo acréscimo quando estas eram colonizadas apenas por
bactérias, sendo ainda verificada diminuição das concentrações de proteínas em folhas que
receberam concentrações de antifúngicos.
Dentre os fungos responsáveis pela decomposição de matéria orgânica em ambientes
aquáticos continentais, estão os fungos zoospóricos, fungos anamórfos ou anamórficos (fungos
imperfeitos, antigos Deuteromycetes), Ascomycetes, leveduras e alguns Zygomycetes e
Basidiomycetes (Dix & Webster 1995). Estes fungos foram, então, denominados por Park (1972)
quanto a sua origem e adaptações a estes ambientes, sendo diferenciados os fungos verdadeiramente
aquáticos daqueles que habitam os ambientes aquáticos.
Os fungos “verdadeiramente” aquáticos são dependentes da água para reprodução e possuem
adaptações morfológicas especiais, desta forma, foram denominados indígenas ou nativos. Fazem
parte deste grupo os fungos zoospóricos, os Hyphomycetes aquáticos e as leveduras aquáticas (Dix
& Webster 1995).
Os fungos nativos ou indígenas possuem papel importante na decomposição de matéria
orgânica alóctone e autóctone em ambientes aquáticos (Bärlocher & Kendrick 1973). Estudos sobre
a decomposição de folhas submersas em riachos, situados em região de clima temperado,
demonstraram que os Hyphomycetes aquáticos são observados esporulando, situação que sugere a
importância destes como os principais agentes da primeira etapa da decomposição de matéria
orgânica alóctone (Bärlocher & Kendrick 1974).
Os hifomicetos aquáticos são fungos anamórfos, apresentam reprodução assexuada, com
formação de conídios com estruturas diferenciadas, semelhantes às estruturas somáticas,
denominadas conidióforos, estes livres no micélio (Alexopoulos et al. 1996). Os conídios
apresentam formas hidrodinâmicas, sigmóides ou tetrarradiadas, leves, o que permite flutuação e
rápida fixação em novos substratos. As condições hidrológicas, como teor de oxigênio, temperatura
e turbulência, têm grande influência sobre o desenvolvimento e conseqüentemente na distribuição
das espécies (Ingold 1975).
4
Os hifomicetos aquáticos foram classificados segundo Ingold (1975) em dois grupos, os
"Ingoldian fungi" ou fungos Ingoldianos e os aeroaquáticos. Os fungos ingoldianos crescem em
substratos submersos em águas bem oxigenadas, muitas vezes quando livres podem ser encontrados
na superfície em espumas formadas por águas turbulentas, havendo uma grande diversidade de
espécies aquáticas que produzem conídios similares. Os fungos aeroaquáticos conseguem
sobreviver em baixas quantidades de oxigênio, desenvolvem-se em águas mais estagnadas, lamas e,
ocasionalmente, em águas marinhas (Alexopoulos et al. 1996).
Dentro ainda do grupo dos fungos verdadeiramente aquáticos estão os fungos zoospóricos,
os quais possuem importante papel na decomposição da matéria orgânica alóctones, ocorrem em
elevada quantidade e apresentam grande diversidade, são cosmopolitas (Alexopoulos et al. 1996) e
possuem uma exigência nutricional menos complexa que os hifomicetos aquáticos (Schoenlein-
Crusius et al.1998a, Pires-Zottarelli 1999).
Os microrganismos pertencentes ao grupo dos fungos zoospóricos estão locados em três
Reinos: Protista, Straminipila e Fungi. De origem polifilética, ou seja, originados de diferentes
ancestrais que não possuíam proximidades de relação uns com os outros, são denominados “fungos
zoospóricos” por tradição histórica sem caráter taxonômico, e são estudados, juntos aos fungos
verdadeiros pelos micologistas (Alexopoulos et al. 1996, Moore-Landecker 1996).
Os fungos zoospóricos podem ser caracterizados como organismos microscópicos de origem
aquática, providos de células de reprodução flageladas denominadas zoósporos, quando assexuadas,
e planogametas quando sexuadas. São dependentes da água em pelo menos algum momento do
ciclo de vida, já que muitos necessitam viver inteiramente em corpos d’água e outros podem habitar
ambientes terrestre, como solos úmidos ou na falta de umidade podem ocorrer sob a forma de
resistência (Moore-Landecker 1996, Pires-Zottarelli 1999). Em diversos trabalhos realizados sobre
diversidade e ecologia de fungos zoospóricos, foram isolados elevados números de táxons,
pertencentes a este grupo, de solos marginais a corpos d’água (Pires-Zottarelli 1999, Gomes 2006)
Além de células de reprodução assexuadas e sexuadas dotadas de flagelos para locomoção
5
em busca de substratos, possuem elevada resistência às condições hidrológicas adversas, como
amplas variações de pH, temperatura, saturação de oxigênio e eutrofização. Apresentam ampla
distribuição geográfica, geralmente colonizam substratos celulósicos, quitinosos e queratinosos, e
algumas espécies podem ser parasitas de plantas, animais, algas, peixes, crustáceos ou de outros
fungos (Dick 1976, Schoenlein-Crusius & Milanez 1996, Pires-Zottarelli 1999).
As leveduras aquáticas, também caracterizadas como fungos nativos do ambiente aquático,
têm crescimento rápido por brotamento, elevada produção de enzimas capazes de degradar variados
tipos de substratos. Alguns representantes deste grupo são sensíveis às variações ambientais, como
presença de poluentes; outros são mais resistentes, assemelhando-se aos fungos cosmopolitas
terrestres (Schoenlein-Crusius & Milanez 1996). São classificadas de acordo com o ciclo de
reprodução e através de certas características morfológicas e fisiológicas para a separação
taxonômica, como, ausência de produção de esporos formados por reprodução sexuada, método de
brotamento do esporo, produção de urease, morfologia química e ultraestrutural da parede celular,
assimilação de carboidratos e fermentação (Alexopoulos et al.1996).
Os fungos de origem terrestre, denominados geofungos e incorporados aos ecossistemas
aquáticos por materiais alóctones, ventos, chuvas, escoamentos de águas superficiais e
assoreamento dos ecossistemas aquáticos pelo solo marginal, foram denominados como fungos
imigrantes, entre estes, os que podem alternar periodicamente diferentes fases do ciclo de vida entre
os ambientes aquáticos e terrestres são denominados migrantes. Os chamados versáteis são
geofungos que conseguem sobreviver nestes ambientes e que utilizam a água como meio de
transporte para dispersão, podendo fixar-se e decompor substratos orgânicos submersos. Os
geofungos não adaptados ao ambiente aquático e que passam a diminuir sua atividade metabólica
após submersão são chamados transientes (Park 1972; Dick 1976, Dix & Webster 1995).
Segundo Park (1972), os geofungos têm grande importância como participantes na
decomposição de substratos orgânicos submersos mesmo que lentamente. E na maioria das vezes
vegetativamente, esses organismos são capazes de colonizar substratos desenvolvendo-se nestes
6
ambientes.
Em estudo comparativo entre folhas submersas e de serrapilheira realizado por Wellbaum
(1999) foi verificado um número maior de táxons e de ocorrências de geofungos em folhas
submersas do que em folhas locadas em ambiente terrestre. Trabalhos subseqüentes demonstraram
que os geofungos de maior ocorrência, em ambientes aquáticos, são os fungos anamórfos, seguidos
pelos ascomicetos, basidiomicetos e zigomicetos, estes dois últimos geralmente em número menor
(Schoenlein-Crusius & Milanez 1998b,d, Wellbaum 2001, Moreira 2002).
Trabalhos sobre sucessão fúngica em folhas submersas, realizados em diferentes ambientes
aquáticos, demonstraram grande quantidade de geofungos até os estágios finais de decomposição,
muitas vezes ocorrendo em grandes quantidades, sobrepondo os fungos nativos, confirmando a
hipótese de que os geofungos apresentam grande resistência à submersão de folhas recém-caídas.
(Schoenlein-Crusius & Milanez 1989, Schoenlein-Crusius et al. 1990, Schoenlein-Crusius &
Milanez 1998d; Moreira, 2002).
Wellbaum (2001) comparou a diversidade da micota associada a folhas em decomposição,
dispostas na superfície das margens e submersas na Represa do Guarapiranga, obtendo mais de 70
táxons, entre os quais houve predomínio de fungos de origem terrestre (geofungos), sendo a
diversidade influenciada pelas secas e chuvosas, já que o número de táxons foi maior no verão do
que no inverno.
Segundo Schoenlein-Crusius & Milanez (1996) a dinâmica de convivência existente entre os
fungos nativos e imigrantes ainda não está totalmente compreendida e pouco se sabe sobre as
interações que sustentam a competição desses organismos por nutrientes no meio em que vivem.
Apesar de recentes, os estudos brasileiros têm contribuído expressivamente para o
conhecimento da micota aquática da América do Sul, sendo que mais que 60% das espécies
conhecidas provêm de estudos conduzidos no país (Schoenlein-Crusius & Grandi 2003).
A influência do grau de trofia dos sistemas aquáticos sobre a diversidade dos fungos é
bastante complexa. Com base nos resultados citados na literatura, Bärlocher (1992) considera que a
7
adição de poluição orgânica pode modificar a abundância de espécies fúngicas individuais,
retardando a decomposição de folhas e outros substratos. O autor afirma ainda, que para avaliar a
extensão dos efeitos antrópicos, que podem acarretar uma expressiva redução da quantidade de
espécies, a situação ideal é que se conheça a diversidade da micota nativa antes da ocorrência do
impacto, podendo-se prever com maior precisão quais as conseqüências para o ecossistema e quais
as alternativas para recuperá-lo.
Muitos trabalhos foram realizados quanto ao efeito da poluição sobre a distribuição de
fungos nos ambientes aquáticos. Cooke (1976) verificou alteração na composição da micota
habitante do ambiente aquático, havendo dominância de espécies de geofungos, principalmente
pertencentes ao grupo dos fungos anamórfos. Tan & Lin (1984) avaliaram a micota presente em
diferentes pontos do rio Singapore, com diferentes níveis de poluição e verificaram menor presença
de fungos no ponto mais poluído. Por outro lado trabalhos mais recentes demonstram que os fungos
podem desenvolver-se bem em águas com moderada poluição orgânica, sendo, na verdade,
influenciados por fatores abióticos da água como concentração de oxigênio dissolvido, temperatura,
pH e alcalinidade (Czeczuga et al. 1990 a, b, Czeczuga 1991a,b, Czeczuga 1994).
Em trabalhos realizados no Brasil sobre a influência da poluição industrial (Pires – Zottarelli
1999) e orgânica (Rocha 2004) sobre a distribuição dos fungos zoospóricos, os resultados obtidos
demonstraram que estes microrganismos podem responder de maneira diversa as diferentes fontes
poluidoras.
De acordo com Pires – Zottarelli (1999) estes microrganismos não demonstraram bom
potencial bioindicador para poluição industrial, já que foi verificada moderada diversidade e
ocorrência destes na região industrial de Cubatão, comprovando a tolerância e adaptabilidade dos
fungos zoospóricos frente à contaminação. De maneira contrária, em trabalho realizado por Rocha
(2004) com o objetivo de avaliar a micota zoospórica em lagos com diferentes trofias, foi verificado
maior número de táxons de fungos zoospóricos em locais de coleta não impactados por poluição
orgânica e menor número de táxons ou mesmo ausência destes nos pontos de coleta altamente
8
contaminados, dado que levou a autora a apontá-los como possíveis bioindicadores de poluição
orgânica.
Quando comparada a ocorrência de fungos em diferentes profundidades da coluna d’água,
(distribuição vertical), bem como em diferentes compartimentos dos ambientes aquáticos, como
região limnética e litorânea, são verificadas maior diversidade e ocorrências na superfície da coluna
d’água e na região litorânea, fato este explicado pelo maior contato dos corpos d’água com os solos
marginais e ambiente aéreo, tendo como uma das conseqüências a maior disponibilidade de
oxigênio (Czeczuga 1995, Rancovic 1998).
Até o momento não há informações sobre como o grau de trofia das águas pode atuar sobre
a diversidade de fungos que se sucedem durante o processo da decomposição das folhas submersas
e os reflexos dessa influência sobre a biomassa fúngica contida nos substratos, sendo este aspecto
do presente estudo contribuição inédita, justificando sua abordagem.
1.2. Sucessão fúngica durante a decomposição de folhas em ambientes aquáticos
A sucessão fúngica pode ser conceituada como o desenvolvimento da comunidade fúngica
em um substrato, mediante ocupação seqüencial de um mesmo local pelo micélio, sendo
influenciado pelo tipo de material a ser colonizado, da microbiota e da qualidade do ambiente
(Garrett 1963, Dix & Webster 1995, Frankland 1992, Hyde & Jones 2002). Pelo fato de muitas
variáveis poderem atuar sobre a seqüência de colonização, cada sucessão pode apresentar
características únicas (Garrett 1963, Frankland 1992).
Segundo Dix & Webster (1995), estudos sobre a estrutura de comunidades fúngicas em
diversos substratos demonstram que esta tende a mudar tanto quantitativa quanto qualitativamente
durante a decomposição, sendo observada grande diversidade fúngica nos primeiros estágios de
colonização sem dominância óbvia, seguida de um estágio de estabilidade já com aparecimento de
espécies dominantes, e, então, finalizada com um estágio de maior declínio da diversidade.
A sucessão fúngica e conseqüente degradação de um dado substrato dependem de sua
9
composição química, física e morfológica. Segundo Frankland (1998), diferenças nas sucessões
fúngicas e nas degradações ocorridas em diferentes tipos de materiais vegetais podem ser
explicadas pelas diferentes composições químicas apresentadas e conseqüentes disponibilidades de
nutrientes para a comunidade fúngica, somado a isto podem ainda estar presentes diferentes fontes e
concentrações de substancias inibidoras, como tanino, que podem dificultar a colonização.
Assim pode-se dizer que o sucesso das substituições das espécies de fungos ou sucessão,
durante a decomposição de folhas, ocorre de acordo com a habilidade saprofítica competitiva das
espécies que é expressa pelo rápido crescimento, eficiência na produção de enzimas, tolerância a
antibióticos, potencial de inoculo, eficiência das unidades reprodutivas e mecanismos de dispersão
no ambiente (Garrett 1963, Frankland 1992, Dix & Webster 1995, Schoenlein-Crusius 1998d).
O estabelecimento de determinadas espécies caracterizadas pela rápida germinação e
crescimento é conhecido como efeito pioneiro da colonização. No caso da decomposição de folhas,
esta é realizada pela comunidade pioneira, por espécies parasitas, endofíticas, habitantes do
filoplano e pelas primeiras espécies colonizadoras, pertencentes ao ambiente onde se localizam as
folhas em decomposição. No caso do ambiente aquático, espécies de hifomicetos aquáticos, fungos
zoospóricos, leveduras aquáticas e geofungos preexistentes e resistentes à submersão podem ser
considerados espécies pioneiras (Frankland 1992, Dix & Webster 1995, Schoenlein-Crusius et
al.1990).
Após o estabelecimento das espécies pioneiras, ocorre diminuição da diversidade, ficando
estabelecidas apenas as espécies mais adaptadas à competição denominada comunidade
competidora. A diminuição da diversidade das espécies pioneiras pode ser explicada pela baixa
tolerância a metabólitos utilizados por outras espécies, como inibidores de crescimento, toxinas e
antibióticos, além disto, as espécies mais tolerantes também são citadas como sendo parasitas de
outros fungos, característica que as auxiliam durante a competição. Em períodos mais avançados da
sucessão podem, ainda, surgir as denominadas espécies de estresse, caracterizadas pela adaptação a
situações de estresse, como competição e diminuição de nutrientes, geralmente são possuidoras de
10
complexos enzimáticos capazes de decompor substâncias de difícil degradação, como lignina
(Frankland 1992).
Segundo Dix & Webster (1995), muitos autores consideravam a diminuição da diversidade
de espécies e as substituições destas decorrentes da composição química das folhas nos diferentes
estádios da decomposição, já que muitas espécies são incapazes de produzir enzimas responsáveis
por decompor substâncias características, como celulose e lignina. Sendo assim, a comunidade
primária foi classificada como dependente de fontes orgânicas simples, desaparecendo quando estas
se acabavam. As espécies sobreviventes geralmente tornam-se dominantes junto com outras
espécies adaptadas a decompor substâncias mais complexas do substrato.
A teoria da hipótese nutricional se tornou insatisfatória, já que muitas vezes não se pode
correlacionar a sucessão fúngica com a fisiologia nutricional dos fungos. Muitos fungos
identificados em trabalhos de sucessão fúngica, como constituintes da comunidade pioneira, são
capazes de decompor hemicelulose, celulose e outras substâncias complexas, o que os possibilitaria
continuar dentro da sucessão (Dix & Webster 1995).
Trabalhos realizados sobre a relação existente entre a sucessão fúngica e as mudanças
nutricionais decorrentes da decomposição de substratos foliares tem sido realizados por Osono
(2005). Segundo o mesmo autor, de maneira geral, os componentes solúveis de folhas e os
carboidratos são decompostos nos estágios iniciais, seguidos pela holocelulose e posteriormente
pela lignina, estando nitidamente ligados à sucessão fúngica ocorrida.
Dentre os fungos participantes da sucessão fúngica em ambiente aquático, os terrestres
denominados geofungos, constituem um grupo de grande importância, já que foram encontrados
decompondo folhas por longos períodos de tempo, demonstrando grande capacidade de adaptação à
submersão (Kaushlk & Hynes 1968, Park, 1972, Bärlocher & Kendrick 1974, Schoenlein -Crusius
& Milanez 1989, Schoenlein -Crusius et al. 1990, Schoenlein -Crusius & Milanez 1998b,d, Moreira
2002). Segundo os mesmos autores, os hifomiceto, fungos nativos, tendem a ocorrer no final da
etapa inicial da decomposição, enquanto os zoospóricos devem ocorrer em maior número na fase
11
intermediária, assim como as espécies de Zygomycetes que tendem a colonizar as folhas nas etapas
iniciais e finais.
A maioria dos estudos sobre sucessão fúngica em folhas submersas foi realizada em regiões
de clima temperado, destacando-se os trabalhos realizados por Newton (1971) apud Schoenlein-
Crusius (1993), Willoughby (1974), Newell (1976), Suberkropp & Klug (1976) Suberkropp & Klug
(1980), Davis & Winterbourn (1977), Puppi (1983), Osono (2005).
No Brasil os estudos sobre sucessão de fungos durante a decomposição de folhas em
ambientes aquáticos são, ainda, escassos. O primeiro trabalho foi realizado no Lago das Garças
situado dentro do Parque Estadual das Fontes do Ipiranga (PEFI), na cidade de São Paulo, tendo
como foco a avaliação da sucessão fúngica, com a participação conjunta de fungos zoospóricos,
geofungos e hifomicetos aquáticos, em folhas de Ficus microcarpa L. f. (Schoenlein-Crusius &
Milanez 1989). Posteriormente foi estudada a sucessão fúngica em folhas de Quercus robur L. em
lago situado no município de Itapecerica da Serra, SP (Schoenlein-Crusius et al., 1990). Estes foram
complementados por estudos comparativos entre a decomposição de folhas de Quercus robur L.,
Ficus microcarpa L. f. e Alchornea triplinervia (Spreng.) M. Arg., submersas em um riacho na
Reserva Biológica do Alto da Serra de Paranapiacaba, SP, no qual foram verificadas a
predominância quantitativa de fungos zoospóricos e hifomicetos aquáticos na decomposição
(Schoenlein-Crusius et al. 1992), justificando a importância de se considerar estes grupos
taxonômicos nos estudos sobre sucessão fúngica subseqüentes. Na mesma Reserva, Schoenlein-
Crusius & Milanez (1998d) estudaram a sucessão fúngica ocorrida durante a decomposição de
folhas de Alchornea triplinervia (Spreng.) M. Arg. submersas em ambiente aquático e Moreira
(2002) verificou a sucessão de hifomicetos aquáticos e terrestres durante a decomposição de folhas
de Tibouchina pulchra Cogn. submersas em riacho.
12
1.3. Decomposição em ambientes aquáticos
A decomposição pode ser definida como a degradação gradual da matéria orgânica morta,
causada por fatores físicos, químicos e biológicos, resultando em gás carbônico, água e nutrientes
inorgânicos, liberados durante mineralização (Odum 1983). Assim a decomposição do material
foliar tanto em ambiente terrestre como em ambiente aquático é determinada e influenciada por
diversos fatores como características físicas, estruturais e químicas do substrato, fatores abióticos
ambientais, comunidades de decompositores e detritívoros (Witkamp 1963, Meguro et al. 1980,
Gessner 1999).
A degradação ou decomposição da matéria orgânica pode ser considerada um processo
longo e complexo, responsável por controlar várias funções nos mais diversos ecossistemas, através
da reciclagem de nutrientes pela mineralização de matéria orgânica morta, além de recuperar
nutrientes, modificar materiais inertes da superfície terrestre (produção de solo) e auxiliar na
manutenção da atmosfera terrestre (Odum 1983).
A decomposição pode ser dividida em três etapas principais, perda de componentes solúveis
ou lixiviação, condicionamento microbiano e fragmentação por atividade mecânica. A primeira
etapa ocorre nas primeiras 24 horas, quando são perdidos lipídeos e substâncias solúveis em água,
como carboidratos, polifenóis, nitrogênio, fósforo e potássio, fato que resulta em perda de peso do
substrato, sendo que espécies vegetais podem apresentar diferentes taxas de lixiviação (Nykvist
1959, Witkamp 1963, 1966, Petersen & Cummins 1974, apud Cummins 1974, Suberkropp et al.
1976b, Gessner 1991a, Magalhães 2002, Moulton & Magalhães 2003).
A segunda etapa é marcada pela colonização e crescimento microbiano, responsável por
modificações químicas e físicas nos substratos. Nesta fase a perda de peso ocorre em menor
velocidade do que na lixiviação, ocorrendo o enriquecimento do substrato com nitrogênio, por conta
da colonização fúngica (Kaushik & Hynes 1968, Bärlocher & Kendrick 1973, Gessner & Chauvet
1994).
A terceira fase é caracterizada pela fragmentação mecânica por conta da atividade de
13
invertebrados, auxiliada pela prévia colonização microbiana, e pela ação abrasiva do meio sobre os
substratos, acelerando significativamente a decomposição (Petersen & Cummins 1974 apud
Cummins 1974). Trabalhos sobre decomposição, realizados com exclusão de detritívoros através da
utilização de sacos de tela de náilon, demonstraram menor velocidade de decomposição de
substratos foliares, assim como a exclusão de fungos e bactérias (Kaushik & Hynes 1968, Bell &
Gilmore 1978).
Em ambientes aquáticos lóticos, grande parte do material orgânico (50% - 99%) utilizado e
incorporado na ciclagem de nutrientes é composta por matéria orgânica alóctone
(predominantemente composta por folhas), sendo sua decomposição de fundamental importância
para a sobrevivência desses ecossistemas (Kaushik & Hynes 1968, Cummins 1974). Embora estes
ecossistemas possuam produção primária, esta se mostra baixa, sendo assim os recursos vindos do
ambiente terrestre representam grande parte do suporte de energia das cadeias alimentares (Kaushik
& Hynes 1968, Kaushik & Hynes 1971, Fischer & Likens 1973, Bärlocher & Kendrick 1974,
Barbosa & Coutinho 1987, Gessner & Chauvet 1994).
Em ambientes aquáticos lênticos, ocorre o mesmo, excetuando-se os lagos ou reservatórios
com grande área coberta por macrófitas aquáticas e que apresentam elevada quantidade de matéria
orgânica autóctone. Neste caso, o início da decomposição das plantas realiza-se ainda na interface
ar água na região litoral ou no meio do lago, quando em áreas alagadas, já que a abscisão e o
deslocamento das folhas para o sedimento não ocorre logo após a morte da planta (Kuehn et
al.1999). A parte do material não decomposto sedimenta-se e a decomposição completa-se no
sedimento auxiliando a formação de grande quantidade de detritos orgânicos que para muitos lagos
e reservatórios é a principal fonte de matéria orgânica (Esteves et al 1998).
Gessner et al. (1996) estudaram o fluxo parcial de carbono na zona litoral do lago Belau na
Alemanha, comparando a decomposição e liberação deste nutriente pelas macrófitas emergentes,
que colonizam grande parte do lago, e pelas folhas de Alnus glutinosa responsável por compor
abundantemente a vegetação marginal. Os autores verificaram que a zona litoral contribui com
14
grande quantidade de produção primária para o lago, sendo que a soma da contribuição de carbono
feita pelas macrófitas e pelo material alóctone particulado pode chegar a um quarto do carbono
encontrado no lago, demonstrando a importância das macrófitas como principais produtoras
primárias da zona litoral do lago.
Komínková et al. (2000) avaliaram a biomassa, respiração e crescimento microbiano
durante a decomposição da macrófita emergente Phragmites australis na zona litoral de um lago
oligotrófico localizado na Suíça e verificaram rápida decomposição das folhas, havendo diferenças
significativas quanto ao tamanho da malha utilizada na composição dos sacos de tela de náilon que
acomodaram as folhas durante o experimento. Foi também verificada grande diferença na
velocidade de decomposição das folhas e dos caules da planta, sendo as folhas mais rapidamente
decompostas.
A maioria dos trabalhos sobre a decomposição de folhas em ambientes aquáticos foi
realizada em ambientes temperados, enfocando a importância dos materiais alóctones para estes
ecossistemas, com ênfase na dinâmica de nutrientes. Também é usualmente abordada a relação
existente entre velocidade de decomposição do material, a taxa de nutrientes encontrada e a
comunidade de microrganismos envolvida, demonstrando que o enriquecimento nutricional das
folhas, decorrente da colonização fúngica, aumenta a palatabilidade das mesmas e
consequentemente a ação de detritívoros. (Bärlocher & Kendrick 1973, Bärlocher & Kendrick
1974, Park 1976, Bell & Gilmore 1986, Butler & Suberkropp 1986, Thompson & Bärlocher 1989,
Sridhar & Bärlocher 2000, Gessner & Chauvet 1994, Gessner & Chauvet 1995, Baldy et al. 1995).
A velocidade de decomposição dos materiais orgânicos submersos pode variar sendo
dependente de fatores abióticos e bióticos, como temperatura da água e velocidade de fluxo,
composição da comunidade decompositora (composição nutricional da água, águas ricas em
nitrogênio podem facilitar o condicionamento microbiano), qualidade de ambiente, tipo de
substrato, disponibilidade de oxigênio, entre outros fatores (Cummins 1974, Gessner 1999).
Schoenlein-Crusius (1993) comparou a decomposição de folhas de Alchornea triplinervia
15
(Spreng.) M. Arg. em ambiente aquático e terrestre da mata atlântica e verificou maior velocidade
de decomposição das folhas submersas, resultado atribuído aos processos de lavagem, lixiviação e
fragmentação das folhas, estes último devido à abrasão causada pela correnteza do riacho. No
mesmo trabalho a autora verificou maiores quedas de peso do substrato foliar durante os meses
quentes do ano, épocas em que também foram maiores as ocorrências de fungos decompositores.
Posteriormente, Moulton & Magalhães (2003) compararam a decomposição de folhas de
Myrcia rostrata Decandoli e Piper divaricatum G.Mey., submersas em rios impactados e não
impactados por esgoto doméstico e verificaram decomposição mais lenta das folhas nos rios
impactados.
Fellerhoff et al. (2003) estudaram a decomposição de folhas de diferentes espécies de
macrófitas em uma grande área alagada sazonal no Pantanal mato-grossense e verificaram rápida
degradação das plantas, que após 10 dias de submersão apresentaram grande perda de peso, sendo
quase completa após três semanas.
Em manguezal, Moura (1997) comparou a velocidade de decomposição de folhas de
espécies de plantas comuns à região e verificou, nestes ambientes, rápida degradação do material
foliar durante o verão.
Aprile et al. (1999 a, b) realizaram estudo sobre a cinética de decomposição de laminados de
madeira em ambientes terrestre e aquático em uma reserva localizada dentro da Universidade de
São Paulo (USP) e verificaram que os processos de decomposição tendem a ser favorecidos em
ambientes aquáticos, fato atribuído aos processos de lixiviação e oxidação, tidos como secundários,
e as rotas catabolíticas dos organismos decompositores como principais.
Dentre estes estudos citados apenas dois (Schoenlein-Crusius 1993, Moreira 2003)
relacionaram a velocidade de decomposição com ocorrência de fungos, ambos realizados na mata
atlântica em ambientes lóticos, nos quais foram verificadas altas correlações da comunidade fúngica
com o processo de decomposição.
Nestes estudos há necessidade de se compatibilizar os procedimentos para obtenção dos
16
fungos com a estimativa de decomposição dos substratos. A análise e avaliação da velocidade de
decomposição de matéria orgânica é normalmente realizada através do modelo matemático
exponencial para estimar a perda de peso através do tempo, que define o coeficiente de
decomposição, chamado de k, obtido através da regressão linear do logaritmo natural da matéria
orgânica remanescente pelo tempo em que o material sofreu decomposição (Olson 1963). Embora
sofra muitas críticas, este modelo matemático tem sido largamente utilizado em diversos trabalhos
desenvolvidos em regiões de clima temperado e tropical, incluindo os estudos com abordagem em
micologia (StruffaLdi- de- Vuono 1989, Moura 1997, Schoenlein-Crusius et al. 1990, Magalhães
2002, Moreira 2002). Outro tipo de análise é realizada a partir da perda de peso do material foliar
através do tempo, sendo expressa em porcentagem de matéria orgânica remanescente e rapidez de
decomposição de metade do material, como descrito por Petersen & Cummins (1974).
1.4. Ergosterol como medida de biomassa fúngica
Os fungos são organismos de difícil quantificação por conta do tipo de associação existente
entre a biomassa fúngica e os substratos, no qual o micélio fúngico encontra-se imerso dificultando
a separação e quantificação (Newell 1992). Segundo o mesmo autor, para se entender a cadeia de
detritos e a decomposição de serrapilheira, tanto em ambientes aquáticos como terrestres, torna-se
necessário conhecer a máquina decompositora e como esta trabalha, demonstrando as interações
que resultam na ciclagem de nutriente. Assim conhecimentos sobre a biomassa fúngica podem
adicionar informações quanto a importância destes microrganismos no processamento da matéria
orgânica e na dinâmica trófica dos diferentes ecossistemas (Gessner & Schwoerbel 1991, Gessner &
Chauvet 1997, Malosso 1999). Segundo Frankland (1992), a inadequação de técnicas e de métodos
para mensurar biomassa fúngica sempre foi o maior problema dentro dos estudos sobre ecologia
microbiana.
Muitas técnicas foram desenvolvidas para quantificação da biomassa fúngica, dentre elas
utilizou-se a quantificação do biovolume fúngico através de microscopia direta para medição das
17
hifas. Apesar de largamente utilizada pode subestimar ou superestimar a análise, já que, avalia o
biovolume fúngico através da fragmentação do substrato e exposição do micélio por diferentes
métodos, como centrifugação, que pode liberar apenas partes do micélio e não este de forma
completa, ou pode liberá-lo e arrebentá-lo, ou ainda pode liberar pedaços de hifas já mortas que, ao
serem visualizadas em microscópio, podem ser medidas e quantificadas junto ao volume total de
micélio vivo (Newell 1992).
Pelo problema da inacessibilidade do micélio fúngico embebido nos substratos muitas vezes
opacos e escuros, foram desenvolvidas técnicas responsáveis por extrair e quantificar moléculas ou
componentes celulares destes microrganismos, não encontrados nos substratos colonizados, tais
como, a glicosamina, ATP e o ergosterol (Newell 1992).
Em trabalho realizado para comparação de ATP e ergosterol como indicadores de biomassa
fúngica, os resultados demonstraram que ambos são correlacionados e podem indicar o
metabolismo fúngico em substratos em decomposição. Entretanto, pela molécula de ATP não ser
específica aos fungos, pode superestimar valores demonstrando resultados metabólicos de toda a
comunidade associada ao substrato. Desta forma, em trabalhos de campo, esta deve ser utilizada
apenas como parâmetro, sempre associada à quantificação de ergosterol (Suberkropp et al. 1993).
A glicosamina é um monômero de quitina, polímero constituinte da parede celular dos
fungos, com exceção de algumas leveduras e da maioria dos Oomycetes. Pode ser mensurada
colorimetricamente depois de hidrólise sofrida por aplicação de ácidos e bases fortes ou digestão
através de quitinase, por eletroforese ou cromatografia (Newell 1992).
Segundo Newell (1992), os pontos negativos encontrados na análise da glicosamina para
quantificação da biomassa fúngica levam, da mesma maneira que a quantificação do biovolume
fúngico, à subestimação e superestimação, pois a glicosamina não é específica aos fungos, podendo
ser encontrada em bactérias, algas verdes, diatomáceas, protozoários, além de macroinvertebrados.
Somado a isto, mesmo as hifas já não ativas metabolicamente ou até mesmo mortas podem
apresentar altas taxas de glicosamina não decomposta, já que esta pode resistir à degradação e
18
acumular-se como polímero recalcitrante. Assim, a utilização desta molécula para quantificação da
biomassa fúngica durante a decomposição de substratos submersos deve ser utilizada com cautela,
já que nestes ambientes os substratos são amplamente colonizados por micro e macroinvertebrados
além da possível deposição de algas e diatomáceas que pode ocorrer se o substrato estiver em local
iluminado.
A técnica de quantificação da molécula de ergosterol como método de determinação da
biomassa fúngica foi desenvolvida para avaliação da contaminação de grãos armazenados (Seitz et
al. 1979), posteriormente foi aplicada em solos, folhedos e lodo ativado (Newell 1988, Gessner &
Schworbel 1991, Gessner et al. 1991). O ergosterol é um lipídio da classe dos esteróis e constituinte
da membrana celular de fungos verdadeiro, podendo também ser encontrada no citoplasma de
alguns protozoários e microalgas (Peeler et al. 1989; Newell 1992, Disch et al. 1998). É largamente
utilizado para quantificação da biomassa fúngica viva e ativa na decomposição de substratos
submersos (Gessner & Chauvet 1993), estando relacionado à fluidez da membrana e
conseqüentemente ao crescimento fúngico (Behalová et al. 1994).
Segundo Newell (1992), alguns microrganismos estudados pelos micologistas não produzem
ergosterol, fazem parte deste grupo as quitrídias, Oomycetes, Hyphochytriomycetes, fungos
causadores de ferrugens e algumas leveduras, porém, trabalhos recentes vêm demonstrando que
espécies pertencentes ao grupo dos Oomycetes, como Phytophthora drechsleri e Zoophagus
insidians, podem apresentar, mesmo que em menor concentração, ergosterol como constituinte
celular (Warner & Domnas 1982, Trigos et al. 2005).
Segundo Suberkropp (1992), em riachos e rios localizados em regiões temperadas, os
hifomicetos aquáticos são os fungos de maior ocorrência e dominância durante a decomposição de
substratos foliares submersos. São adaptados a esporular mesmo em baixas temperaturas, produzem
grandes quantidades de exoenzimas necessárias à degradação de polímeros estruturais foliares e
com isso auxiliam, na fragmentação destes substratos (Suberkropp 1992). De acordo com
Suberkropp (1991, 1992) foi verificada correlação entre o crescimento e esporulação fúngica de
19
espécies de hifomicetos aquáticos, sendo, estas mudanças nas taxas de crescimento e esporulações
também correlacionadas às mudanças na biomassa microbiana associada às folhas (Suberkropp et
al. 1993).
Em ambientes aquáticos de regiões de clima temperado, muitos estudos foram
desenvolvidos quanto à biomassa e diversidade de hifomicetos aquáticos envolvidos na
decomposição de folhas, a fim de investigar a intensidade de colonização. A técnica mais
largamente utilizada é a de quantificação do teor de ergosterol contida nos substratos (Gessner et al.
1991; Bärlocher 1992, Gessner & Chauvet 1993, Suberkropp et al. 1993; Kominková et al. 2000;
Gessner & Newell 2002, Gessner et al. 2003).
Gessner & Chauver (1993) estabeleceram um fator empírico para a conversão do teor de
ergosterol em biomassa fúngica, através da avaliação da diversidade de hifomicetos aquáticos e
isolamento das espécies dominantes e quantificação do ergosterol nas culturas puras em condições
artificiais e semelhantes às naturais, chegando a um fator de correção de 182 ou 5,5 mg de
ergosterol por grama de micélio seco (5,5 mg g
-1
). Fator utilizado largamente em regiões de clima
temperado (Suberkropp 1997, Komínková et al. 2000; Suberkropp 2001, Gessner & Newell 2002,
Gessner et al. 2003).
Malosso (1995) conduziu o levantamento sobre a diversidade de hifomicetos aquáticos no
Rio de Monjolinho no município de São Carlos. Posteriormente ampliou o levantamento deste
grupo de fungos, abrangendo a coleta de amostras em diversos locais do Sistema Monjolinho - Rio
Jacaré e da Represa do Guarapiranga, na cidade de São Paulo, comparando a diversidade da micota
de folhedos submersos nos dois locais (Malosso 1999). A biomassa fúngica foi estimada através da
determinação dos teores de ergosterol, verificando-se que nem sempre amostras de folhedo
intensivamente colonizadas por hifomicetos aquáticos possuem teores correspondentes de biomassa.
Em trabalho realizado na mata atlântica Schoenlein-Crusius et al. (dados não publicados)
verificaram resultados semelhantes, com maiores teores de ergosterol sendo observados em situação
20
de pouca diversidade destes fungos nas folhas, demonstrando relação inversa dos dois parâmetros,
dados que contradizem experimentos realizados em regiões de clima temperado.
Embora os dados acima citados demonstrem possível correlação entre a colonização fúngica
e os teores de ergosterol em folhedo submerso, Silva (2004), em trabalho realizado com o objetivo
de avaliar a produção de biomassa e crescimento fúngico de espécies de basidiomicetos demonstrou
que a produção de ergosterol pode estar relacionada às características específicas das espécies de
fungos, sendo assim, a quantidade de ergosterol pode variar de espécie para espécie durante as
diferentes fases de crescimento, o que impossibilita afirmar a existência de tal correlação.
No Brasil os trabalhos realizados para avaliação de teores de ergosterol enfocam associações
micorrízicas, contaminação de grãos e solo (Galli 1996, Perez 1996, Silva 2004) sendo apenas dois
trabalhos de cunho limnológico (Malosso et al. 1999, Schoenlein-Crusius et al., comunicação
pessoal), justificando a abordagem do presente tema a fim de contribuir para os conhecimentos
sobre a dinâmica de decomposição em ambientes aquáticos.
1.5. Área de Estudo
O Parque Estadual das Fontes do Ipiranga (PEFI) constitui um dos mais significativos
remanescentes de Mata Atlântica em uma área urbana, ocupando cerca de 526,38 ha, na parte
sudeste do município de São Paulo, e limite com o município de Diadema, entre os paralelos
23
o
38’08’’S e 23
o
40’18’’S e os meridianos 46
o
36’48’’W e 46
o
38’00’’W (Figura 1) (Fernandes et
al. 2002) com altitudes entre 770 e 825m (Barbosa et al. 2002).
O PEFI foi criado em 1893 com a finalidade de proteger os recursos hídricos da bacia do
Riacho do Ipiranga, e suplementar o abastecimento de água na capital (Barbosa et al. 2002). São
conhecidas na área 24 nascentes, responsáveis por alimentar partes das drenagens que cortam a
região (Pereira et al. 2002).
Segundo Fernandes et al. (2002) a reserva inclui 10 sub-bacias hidrográficas que foram
agrupadas conforme as redes de drenagem que alimentam os Lagos do Parque. A sub-bacia
21
denominada Sub-bacia das Garças, está contida em uma área de 140,60 ha, é abastecida por 14
nascentes, responsáveis por alimentar os lagos do Zoológico e o Lago das Garças, este último
situado no Instituto de Botânica. A Sub-bacia das Ninféias está situada no Jardim Botânico, ocupa
uma área de 56,57 ha, é abastecida por algumas nascentes sendo cinco visitadas em trabalho de
campo. A terceira Sub-bacia é denominada Imigrantes, está inserida em uma área de 169,66 ha, e é
limitada pela Rodovia dos Imigrantes. Na jusante suas águas canalizadas atravessam e seguem
paralelamente à Rodovia dos Imigrantes, até emergirem entre duas importantes avenidas e
juntarem-se mais tarde ao rio Tamanduateí.
Rodovia dos
Imigrantes
Secretaria da
Agricultura
Instituto de
Botânica
2
1
Figura 1. Imagem de Satélite do Parque Estadual das Fontes do Ipiranga (PEFI) em meio a
área urbana de São Paulo (Foto: http://earth.google.com/). Legenda: nº 1 – Lago das Garças, nº 2 –
Lago das Ninféias.
De acordo com Pereira et al. (2002) as sub-bacias citadas acima são abastecidas por dois
aqüíferos situados sob o parque, o Aqüífero Cristalino e o Aqüífero Sedimentar. O primeiro é
representado pelas rochas do Embasamento Cristalino que se encontram bastante alteradas,
22
ocorrendo em praticamente toda a área do parque, com exceção da parte noroeste onde a unidade se
encontra recoberta pelos sedimentos do Aqüífero Sedimentar. Segundo o mesmo autor, os dois
aqüíferos apresentam comportamento de aqüífero livre, recarregados através da filtração da água de
precipitação, que infiltra pelo solo atingindo o lençol freático, o que mostra a importância da
manutenção das áreas de drenagens do parque.
A diminuição na taxa de recarga dos aqüíferos pode influenciar as vazões das nascentes e
poços do parque, sendo que um dos fatores que afeta esta taxa é o tipo de cobertura do solo, alterada
pela destruição da vegetação de cobertura e impermeabilização através de construções e
pavimentações, fato que torna a preservação do remanescente florestal do parque fundamental
(Pereira et al. 2002).
O PEFI apresenta vegetação do grupo das florestas semidecíduas de planalto, pertencente ao
grupo das florestas pluviais tropicais do Domínio da Mata Atlântica (Pivello & Peccinini 2002). A
grande diversidade de formação vegetal da área é decorrente das variações longitudinal, altitudinal e
geomorfológica, que acabam proporcionando a criação de diferentes hábitats abrigando grande
biodiversidade de organismos adaptados e imensa diversidade de espécies (Pivello & Peccinini
2002). Segundo Barros et al. (2002) o parque possui uma flora fanerogâmica composta de 129
famílias, 543 gêneros e 1.159 espécies, sendo 10 espécies cosmopolitas e quatro introduzidas, e
possui características tanto de floresta mesófila como ombrófila, sendo a última mais predominante.
Segundo Pivello & Peccinini (2002), por conta da grande ocupação dessas áreas de planalto
pela população, boa parte da vegetação encontra-se destruída, substituída por áreas urbanas e de
atividades agropecuárias. Mesmo que fragmentadas, as florestas de planalto têm grande importância
ecológica na conservação da biodiversidade, aqüiferos e mananciais.
Por se situar em área urbana e possuir além de áreas florestais, institutos de pesquisa, lazer e
instituições de serviços, o parque sofre grandes perturbações, podendo ser encontradas florestas
secundárias tanto em degeneração quanto em regeneração. Dentre estas estão florestas com dossel
heterogêneo, homogêneo e descontínuo (degradada), de porte alto e baixo, esparsas e densas, além
23
de locais com estratos arbustivos, herbáceos e locais reflorestados, sendo apenas as primeiras
citadas acima, nativas (Pivello & Peccinini 2002).
Como citado anteriormente, as nascentes encontradas no PEFI dão origem a uma grande
quantidade de drenagens, que abastecem nove reservatórios encontrados dentro do parque (Pereira
et al, 2002). Segundo Bicudo et al. (2002b) dos nove reservatórios, três estão sendo estudados, são
eles: Lago das Garças, Lago das Ninféias e Lago do IAG. São considerados ecossistemas artificiais,
intermediários entre rios e lagos, de pequeno porte por possuírem volumes menores que 100.000
m
3
. Segundo o monitoramento realizado apresentam diferentes estados tróficos sendo, o Lago das
Garças classificado como hipereutrófico, o Lago das Ninféias mesotrófico e Lago do IAG como
oligotrófico (Bicudo et al. 2002b).
1.6. Trabalhos sobre fungos realizados no Parque Estadual das Fontes do Ipiranga
De acordo com Lopes & Bicudo (2002), há praticamente 75 anos são publicados trabalhos
sobre as espécies vegetais que ocorrem no PEFI, em número superior a 383 artigos publicados e
elevados números de monografias, dissertações e teses. A maioria dos trabalhos está relacionada
com a flora fanerogâmica sendo a flora criptogâmica abordada somente em 183 trabalhos, dos quais
15% tratam de fungos. Dentre estes trabalhos a maioria é de cunho taxonômico, estando os
trabalhos ecológicos representados em número bem menor, já que foram iniciados tardiamente nos
anos 80, com a diagnose da paisagem do Jardim Botânico contendo descrições quantitativas da
vegetação, levantamentos das condições químicas e físicas de sistemas aquáticos e problemas de
degradação da vegetação pela poluição industrial decorrente da urbanização ao redor. Todos os
trabalhos citados logo a baixo constam em Bicudo et al (2002a).
Entre diversos estudos sobre fungos, destacam-se os levantamentos de fungos
basidiomicetos conduzidos por Fidalgo et al. (1960), Fidalgo (1963), Fidalgo & Fidalgo (1962,
1970), Singer & Fidalgo (1965), Teixeira & Fidalgo (1983) e Grandi et al. (1984). Os fungos
macroscópicos depositados no Herbário foram estudados por Bononi et al. (1981), bem como os
24
fungos basidiomicetos associados a formigueiro (Bononi et al. 1981), fungos corticóides do Brasil
(Hjortstam & Bononi 1986 a e 1986 b), fungos agaricóides (Pegler 1997), fungos da Ordem
Boletales (Singer 1964), fungos da Ordem Aphyllophorales (Soares & Gugliotta 1998), fungos da
Ordem Tremellales (Wells 1969).
Descrições taxonômicas detalhadas de diversas espécies de fungos micorrízicos observados
no solo do PEFI podem ser consultadas em Bononi et al. (1990), Trufem et al. (1990) e Grandi &
Trufem (1991).
Entre os estudos sobre Mucorales (Zygomycota), destaca-se o levantamento geral realizado
por Trufem (1978) e os específicos referentes a espécies coprófilas (Trufem & Viriato 1985), as do
grupo Pilobolaceae (Viriato & Trufem 1985a) e as espécies merosporangiadas (Viriato& Trufem
1985b).
Ainda no ambiente terrestre, destacam-se os levantamentos de Hyphomycetes associados às
raízes em decomposição de Calathea stramata (Grandi 1990), Maranta bicolor Ker. (Grandi
1991a), Ctenanthe oppenheimiana Sond. (Grandi 1991b) e Stramanthe sanguinea Sond. (Grandi
1992b). Também foram estudadas duas espécies de Ascomycetes associadas às raízes (Grandi
1992a).
Estudos taxonômicos e sobre bioindicadores com relação aos fungos liquenizados
encontrados no parque foram realizados por Nagaoka & Marcelli (1989), Silva-Filho et al. (1989) e
Marcelli (1998).
O desequilíbrio ecológico causado pelo aumento exagerado da população de garças e biguás
no entorno do Lago das Garças justificou o estudo dos efeitos da presença de excrementos de aves
sobre a micota do solo (Ninomiya et al. 1993), com ênfase especial para espécies de Mucorales,
verificando-se que a diversidade da micota terrestre se manteve apesar do impacto ambiental
(Schoenlein-Crusius et al. 1996).
No ambiente aquático, os fungos zoospóricos em amostras de água, solo e substratos
orgânicos foram estudados por Beneke & Rogers (1962), Rogers & Beneke (1962), Furtado (1965)
25
Rogers et al. (1970), Lyra & Milanez (1974) Milanez (1965a, b, 1984a, b) e Milanez & Val (1969).
Pelizon & Milanez (1979) estudaram os fungos zoospóricos parasitas de algas. Também foram
estudados os fungos zoospóricos associados a frutos submersos (Milanez & Trufem 1981, 1984).
Levantamentos de diversos grupos de fungos zoospóricos, com coletas mais extensivas
foram conduzidos na década de 90, iniciado pelo trabalho de planejamento realizado sobre
criptógamos do Parque Estadual das Fontes do Ipiranga (Milanez et al. 1990) seguido por diversos
artigos que contém descrições, ilustrações e chaves de identificação (Milanez et al. 1994, 1995,
1996, Pires-Zottarelli et al. 1995, 1996 a, 1996 b) e em 2004 foi concluído o estudo dos fungos
zoospóricos em reservatórios do PEFI, no qual foram comparadas as ocorrências destes
microrganismos em ambientes aquáticos com diferentes graus de estado trófico com o objetivo de
verificar a influência das condições destes reservatórios sobre a diversidade dos fungos (Rocha
2004).
No final da década de 80 Schoenlein-Crusius & Milanez. (1989) realizaram o primeiro
estudo no Brasil sobre a ecologia sucessional da micota decompositora de substratos submersos no
PEFI.
Apenas dois trabalhos sobre hifomicetos aquáticos foram desenvolvidos no parque:
Schoenlein-Crusius & Milanez (1990), no qual foi realizado o levantamento desses fungos em seis
diferentes locais do Estado de São Paulo, dentre eles no PEFI, mais precisamente no Lago das
Garças, e Schoenlein-Crusius & Moreira (comunicação pessoal) no qual foram escolhidos dez
diferentes locais de coletas, dentro do PEFI, mesclando áreas pouco e altamente antropizadas, além
de ambientes lóticos e lênticos.
Foram ainda realizados levantamentos de fungos terrestres em solo afetado por pássaros
(Ninimiya et al. 1993, Schoenlein-Crusius et al. 1996), estudos sobre os aspectos ecológicos de
Mucorales em solo e em fezes de herbívoros (Viriato 1996), estudo sobre a interação de briófitas e
fungos (Vital et al. 2000) e levantamentos e avaliações de elementos traços em liquens (Saiki et al.
1997, 2000, Coccaro et al. 1999, 2000 a, b).
26
Assim, com base na apresentação de dados procedentes de diversos projetos de pesquisa
científicos interinstitucionais concluiu-se que o PEFI dispõe de diversos ambientes aquáticos e
terrestres, abrangendo desde riachos, córregos, nascentes e lagos com diferentes graus de
eutrofização, constituindo assim um “laboratório natural” para estudos de biodiversidade e
conservação dos ecossistemas (Barbosa 2002), o que justifica a escolha do PEFI para a realização
do presente estudo.
27
2. Objetivos
• Avaliar a diversidade da micota (geofungos, hifomicetos aquáticos e fungos zoospóricos)
associada a folhas de Tibouchina pulchra Cogn submersas, verificando a ocorrência de sucessão de
fungos ao longo do processo de decomposição das mesmas em reservatórios localizados no PEFI;
• Avaliar a utilização do ergosterol como metodologia para a mensuração da biomassa
fúngica e sua relação com a velocidade de decomposição de folhas de Tibouchina pulchra Cogn.;
• Avaliar a influência do estado trófico dos reservatórios (eutrófico e mesotrófico) sobre a
velocidade de decomposição das folhas submersas, biomassa (ergosterol) e diversidade de fungos
(sucessão fúngica).
3. Materiais e Métodos
3.1. Descrição das áreas de estudo
Para o desenvolvimento dos experimentos foram selecionados dois reservatórios localizados
dentro do PEFI, o Lago das Garças, ambiente hipereutrófico e o Lago das Ninféias, ambiente
mesotrófico (Figura 1), ambos apresentam comportamento térmico influenciados pelos eventos
sazonais climáticos e classificados como polimíticos quentes descontínuos, com total
desestratificação no inverno e parcial no final do outono e início da primavera (Bicudo et al. 2002).
São considerados ecossistemas artificiais intermediários entre rios e lagos, já que possuem tempo de
residência baixo (Esteves 1998, Bicudo et al. 2002).
O Lago das Garças foi escolhido por ser eutrofizado, com períodos de ocorrências de blooms
de cianobactérias por conta do elevado aporte de nitrogênio e fósforo, sendo receptor de esgotos
vindos: da Fundação Zoológico; da Secretaria da Agricultura e Abastecimento do Estado de São
Paulo. Localiza-se em área de jurisdição do Instituto de Botânica, possui ao seu redor área
urbanizada com grande movimento de veículos e área ocupada por vegetação do estrato herbáceo e
floresta com dossel homogêneo esparsa (Carmo et al. 2002, Pivello & Peccinini 2002).
28
O Lago das Garças apresenta área de 88.156 m
2
, volume de 188.785 m
3
, profundidade
máxima de 4,7 m e tempo médio de residência de 45,4 dias (Bicudo et al. 2002b).
O Lago das Ninféias localiza-se em área de visitação pública, dentro do Jardim Botânico. É
um reservatório raso com profundidade máxima de 3,6 m, colonizado por densa população de
macrófitas enraizadas, apresentando área de 5.433 m
2
e volume de 7.170 m
3
com tempo de
residência média de 7,2 dias (Bicudo et al. 2002b). Segundo Carmo et al. (2002), o lago apresenta
uma tendência ao aumento da carga de nitrogênio e estabilidade na carga de fósforo, sendo que o
principal tributário apresenta um brejo no local de entrada de água, o que auxilia a diminuição do
aporte de nutrientes.
29
Figura 2. Vista parcial do Lago das Ninféias. (Foto: Carolina Gasch Moreira)
Figura 3. Margem direita do Lago das Ninféias. (Foto: Carolina Gasch Moreira)
30
Figura 4. Vista parcial do Lago das Garças (Foto: Carolina Gasch Moreira)
Figura 5. Margem esquerda do Lago das Garças, próximo à jusante, local onde foram presas
as amostras (Foto: Carolina Gasch Moreira)
31
3.2. Preparo dos experimentos de campo e coletas
Foram escolhidas três árvores da espécie Tibouchina pulchra Cogn, situadas dentro do
parque, das quais foram coletadas quatro sacos de 100 L de folhas. Esta espécie, segundo a flora
fanerogâmica do PEFI, constitui espécie representativa da região, é caracterizada como arbórea,
perenifólia, heliófita e pioneira, popularmente conhecida como manacá-da-serra. É uma espécie
característica da Serra do Mar nos Estados de São Paulo, Santa Catarina, Rio Grande do Sul e em
lugares de mata secundária, chegando a ser dominante nestas regiões (Barros et al. 2002, Chiea
1990).
No laboratório, os sacos, contendo as folhas ainda verdes, foram deixados abertos e em lugar
ventilado para a secagem das mesmas. Após uma semana, as folhas foram selecionadas e divididas
em amostras com aproximadamente 10g, colocadas em sacos de papel (aproximadamente 200
unidades) e secas na estufa (60°C) durante uma semana para ajuste e obtenção do peso seco inicial
(Chapman 1976).
Após a obtenção do peso seco inicial, as folhas foram transferidas para sacos confeccionados
em tela de náilon, com malha de 1 mm de diâmetro. Em janeiro de 2004, cem unidades foram
atadas umas as outras com fio de náilon (tipo pesca – 30 kg) e submersas em uma das margens de
cada reservatório, em profundidade aproximada de 40 cm da superfície. Vinte amostras de cada
reservatório foram coletadas quinzenalmente durante 2,5 meses, sempre no período da manhã.
Durante as coletas foram feitas medições da temperatura, pH, oxigênio dissolvido e
condutividade da água dos reservatórios, com auxílio do equipamento U – 10 Horiba.
Os dados climáticos (temperatura média do ar, umidade relativa, precipitação e insolação)
foram fornecidos pelo Instituto Astronômico e Geofísico - Departamento de Ciências Atmosféricas,
situado dentro do Parque do Estadual das Fontes do Ipiranga, próximo aos locais de coleta.
32
3.3. Isolamento e identificação dos fungos associados ao substrato em decomposição
Dos vinte sacos de tela de náilon coletados quinzenalmente de cada reservatório, cinco
unidades foram destinadas para o isolamento dos fungos. O procedimento descrito a seguir refere-se
ao que foi conduzido para cada um dos reservatórios.
As folhas coletadas foram trazidas ao laboratório, retiradas dos sacos de tela de náilon e
lavadas com água destilada esterilizada para eliminar detritos aderidos à superfície. Posteriormente
foram cortados discos de aproximadamente 5 mm de diâmetro, com auxílio de um vazador
previamente esterilizado. Foram cortados aproximadamente 400 discos, do maior número de folhas
possível. Estes foram lavados 15 vezes sucessivamente, trocando-se a água destilada esterilizada
(50mL) a cada lavagem e agitação por um minuto, de acordo com procedimentos descritos em Pugh
et al. (1972). Posteriormente os discos foram submetidos a três técnicas de isolamento, descritas a
seguir:
a) Colocação em meio de cultura e câmara úmida: foram preparadas 20 placas de Petri
contendo meio de batata-dextrose-ágar (Difco Manual 1972) e 10 placas contendo papel de filtro
esterilizado (Harley & Waid 1955), totalizando 30 placas para as folhas coletadas em cada
reservatório. Cada placa de Petri contendo meio de cultura recebeu cinco discos lavados enquanto
que as placas contendo papel filtro receberam dez. Os fragmentos foliares foram colocados de
forma eqüidistante, perfazendo a incubação de 400 discos na temperatura de 20 a 25º C durante uma
semana para as culturas e 15 dias para as câmaras úmidas.
Posteriormente, para as placas contendo meio de cultura, as colônias desenvolvidas ao redor
dos fragmentos foliares foram transferidas para novas placas com meios de cultura BDA ou meios
específicos como, SMA – synthetic Mucor agar (Hesseltine 1954) MEA (extrato de malte), CYA
(Czapek-extrato de levedura-ágar) (Pitt 2000) para purificação e identificação.
Para identificação os fungos mitospóricos, representantes de Mucorales e Ascomycota
pertencentes ao ambiente terrestre, colocados em meio de cultura, foram observadas as
características macroscópicas das colônias (exemplo: tipo e velocidade de crescimento, cor do
33
micélio, etc.) as características microscópicas (estruturas somáticas, reprodutivas, crescimento do
micélio, estruturas de resistência, entre outras), as quais foram registradas para utilização em chaves
de identificação específicas para cada grupo (Barron 1668, Barnett & Hunter 1999, Bisset 1983,
Domsch et al. 1980, Ellis 1971, Gams 1971, Rifai 1969, Nelsson et al. 1988 Samson 1974, Sutton
1980 Peerally 1991, Pitt 2000). As placas contendo papel filtro foram observadas em lupa, para
isolamento.
As câmaras úmidas foram observadas diretamente em lupas para visualização de estruturas de
reprodução formadas diretamente no substrato. Apesar de largamente utilizada, esta metodologia
mostrou-se insatisfatória para o presente estudo, não possibilitando a visualização de fungos por
conta da elevada quantidade de bactérias, leveduras que se desenvolveram no substrato,
impossibilitando a visualização e isolamento dos fungos.
b) Incubação em água destilada esterilizada: foram preparadas 10 placas de Petri contendo
água destilada esterilizada. Cada placa recebeu 10 discos de folhas lavados, perfazendo o total de
100 discos incubados na temperatura de aproximadamente 15º C durante 3 – 5 dias. Posteriormente
os discos foram transferidos para lâminas contendo uma gota de solução 2% de glicerina, cobertos
com lamínula esterilizada e observados ao microscópio à procura de estruturas reprodutivas de
hifomicetos aquáticos. Após a observação, a lamínula foi removida e, com auxílio de pipeta Pasteur
esterilizada, conídios e/ou conidióforos foram transferidos para meio de extrato de malte (2%) para
promover o crescimento de colônias. As identificações foram realizadas segundo Ingold (1975).
c) Colocação em contato com “iscas”: foram preparadas 10 placas de Petri contendo água
destilada esterilizada acrescidas de iscas à base de quitina, celulose e queratina, tais como celofane,
ecdise de camarão, pele de cobra, pólen, cabelo de criança loira, metades de sementes de sorgo e
palha de milho (Milanez, 1989) e 10 discos de folhas lavados, perfazendo o total de 100 discos
incubados na temperatura de 20 a 25º C durante 3-5 dias. Posteriormente os discos foram
transferidos para lâminas contendo uma gota de solução 2% de glicerina, cobertos com lamínula e
observados ao microscópio à procura de estruturas reprodutivas de fungos zoospóricos. Durante a
34
observação das iscas colonizadas por fungos zoospóricos, as características taxonomicamente
relevantes foram imediatamente registradas e, quando possível, ilustradas com auxílio de câmara
clara. Novas iscas foram acrescentadas às placas contendo as amostras para promover a purificação
e manutenção da viabilidade dos fungos que se desenvolvem com dificuldade nos meios de cultura
usuais (principalmente representantes de Chytridiomycota). Após o desenvolvimento das colônias
nas metades das sementes de sorgo, uma pequena porção da colônia foi inoculada, com auxílio de
uma pinça, em meios de cultura específicos, tais como malltose-peptona-ágar (MP5) (Beneke &
Rogers, 1962), “corn-meal-ágar” DIFCO, acrescido de penicilina, primaricina e estreptomicina
(CMA + p.p.e.) (Carvalho & Milanez 1989), batata-dextrose-ágar (BDA) e batata-cenoura-ágar
(BCA) (Plaats-Niterink 1981). Após este procedimento pequenas alíquotas das colônias foram
novamente incubadas em água destilada esterilizada com metades de sementes de sorgo, para
promover o desenvolvimento de estruturas que somente se desenvolvem em condições submersas
sem contaminações por outros microrganismos.
A identificação dos fungos foi realizada segundo trabalhos específicos (Karling 1977, Plaats-
Niterink 1981).
Os fungos identificados e passíveis de conservação foram preservados pela técnica de
Castellani serão incorporadas à Coleção de Culturas da Seção de Micologia e Liquenologia do
Instituto de Botânica.
3.4. Determinação da velocidade de decomposição das folhas de Tibouchina pulchra
A velocidade de decomposição das folhas foi determinada através do estabelecimento do
coeficiente k de Olson (1963) e da equação que expressa a perda de matéria orgânica durante os
períodos nos quais as amostras permaneceram no campo (Schoenlein-Crusius 1989, Moreira 2002).
Para isso, dos vinte sacos de náilon coletados quinzenalmente de cada reservatório, dez foram
separados, aleatoriamente, e lavados vigorosamente para a retirada de detritos, não pertencentes ao
substrato em estudo.
35
As folhas foram retiradas dos sacos de náilon e recolocadas nos sacos de papel com
numeração correspondente, os quais foram, então, colocados e mantidos em estufa em temperatura
de 60° C até obtenção do peso constante (g) ou peso seco final (P. S. F.). Após obtenção do peso
seco final, fracionou-se um grama das folhas contidas em cada saco de papel para obtenção da
quantidade de matéria inorgânica remanescente da decomposição (cinzas), através da incineração
em mufla a 550° C durante três horas. As cinzas restantes da combustão foram pesadas e os valores
obtidos dos teores de cinzas (T. C.) foram utilizados para cálculo e determinação da matéria
orgânica remanescente (M.O.R.) da decomposição (Chapman 1976), através da extrapolação da
diferença entre peso seco final e teor de cinzas, expressos pela regressão matemática que expressa
as perdas de matéria orgânica no período de tempo de estudo dos dois reservatórios.
O coeficiente k (Olson 1963) é calculado com base na seguinte fórmula:
k = (lnX
0
– lnX)/t
Onde: X
0
- valor do peso seco inicial (P. S. I.);
X - valor do peso final (P. S. F.);
t - tempo medido em dias;
k - taxa de decomposição ou perda de peso.
3.5. Quantificação do ergosterol contido nas folhas
A metodologia para a determinação de ergosterol nas amostras foi baseada nos protocolos
descritos em Gessner & Chauvet (1993), Miler et al. (1998), Montgomery (2000) consorciados e
aperfeiçoados por Silva (2004).
As cinco amostras remanescentes coletadas quinzenalmente foram utilizadas para a
determinação do teor de ergosterol contido no folhedo. As folhas foram retiradas dos sacos de tela
de náilon, lavadas vigorosamente para retirada de material aderido, pesadas (5 g) junto a fracos
escuros com tampa, de pesos já conhecidos, para obtenção do peso úmido e congeladas para
36
posterior liofilização em aparelho cedido pela Seção de Fisiologia e Bioquímica do Instituto de
Botânica. Após liofilização, os frascos foram acondicionados em dessecador para estabilização em
temperatura ambiente e pesados em balança semi-analítica para determinação do peso seco e
obtenção do teor de umidade do folhedo.
Após os procedimentos citados acima as amostras de folhedo, em triplicatas, foram
submetidas a três etapas básicas para extração do ergosterol, descritas a seguir:
a) Saponificação: a cada amostra foram acrescentados 26mL de solução extratora, composta
por 20mL de metanol p.a., 5mL de etanol p.a. e 2g de KOH p.a. As amostras foram agitadas em
mesa agitadoras durante 5 minutos, colocadas em Banho-Maria por 40 minutos, na temperatura de
70 ºC e esfriadas na temperatura ambiente. Em seguida as amostras foram centrifugadas (10
minutos, 10.000 rpm, 25 a 26 °C) em centrífuga Eppendorf, com o acréscimo de 5mL de água
destilada esterilizada para cada amostra. O máximo volume da fase líquida foi transferido com uma
pipeta automática para um tubo de ensaio com rosca.
b) Separação de fases: esta etapa foi realizada com o auxílio de seis balões de separação
(capacidade de 150-200mL), com torneira de teflon e tampa esmerilhada, sobre suportes de metal,
dentro da capela de exaustão. Às amostras foram acrescentadas alíquotas de hexano p.a. para
obtenção de uma solução 1:1, que foi agitada durante 2 minutos, havendo depois a espera de 10
minutos para que ocorresse a separação de uma fase transparente na parte de cima e outra, colorida
(amarela ou esverdeada) na parte de baixo. A fase transparente foi vertida em uma proveta
graduada, na qual o volume foi medido e anotado para cada amostra. Em seguida o conteúdo da
proveta foi transferido para tubo de ensaio vidro pirex com rosca (capacidade de 50mL).
c) Evaporação e ressuspensão das amostras: a evaporação do hexano presente na amostra foi
realizada em sistema de rotoevaporador dentro da capela de exaustão à 40ºC. Posteriormente foi
conduzida a ressuspensão do precipitado acrescentando 2mL de metanol para HPLC a cada
amostra, que foi agitada 30 segundos para solubilização completa do precipitado. O volume
37
ressuspenso foi transferido com pipetador automático para um tubo Eppendorf (capacidade de
2mL).
As amostras obtidas da forma descrita acima foram mantidas no freezer para posterior leitura
do ergosterol no aparelho HPLC da Seção de Micologia e Liquenologia Aplicada do Instituto de
Botânica. Anteriormente à leitura, as amostras foram filtradas em unidades filtrantes (MILIPORE –
0,45 µm com membrana durapore) para posterior análise.
Para leitura das amostras foram utilizadas alíquotas de 20 µL do extrato, injetadas
manualmente em cromatógrafo líquido de alta eficiência (Varian – Pro Star 325), equipado com
coluna C18 (micerosorb-mv em 5 – 250/ 4. mm). A fase móvel foi realizada com metanol MEKC –
HPLC com taxa de fluxo de 2 mL mim
-1
e para detecção do ergosterol utilizou-se luz UV em
comprimento de onda de 282 nm, em sala refrigerada a 21 °C.
A quantidade de ergosterol dos extratos foi calculada pela curva padrão estabelecida a partir
de seis pontos de diluição da solução estoque obtida através de diluições padronizadas de 10,2 mg
de ergosterol cristalizado (SIGMA E – 6510), diluído em metanol MEKC – HPLC para o volume
de 100 mL (Silva 2004). Foram realizadas três vezes a leituras de cada diluição para determinar os
pontos da curva-padrão (Tabela 1).
Tabela 1. Diluições da solução de ergosterol para a determinação da curva-padrão.
Padrões
% de
Diluição
Quantidade de
Solução
Estoque (µL)
Quantidade de
Metanol (µL)
Massa de
Ergosterol mL
-1
(µg)
1 97 30 970 2,295
2 88 120 880 9,18
3 75 250 750 19,125
4 50 500 500 38,25
5 0 1000 - 76,5
38
Para o cálculo da biomassa fúngica no folhedo foram utilizadas as concentrações de
ergosterol obtidas a partir da leitura em HPLC, convertida em µg/g. Para comparação com dados
bibliográficos existentes, os valores encontrados foram multiplicados pelo fator de conversão de
182, determinado por Gessner & Chauvet (1993).
3.6. Forma de tratamento dos resultados
Os táxons de fungos foram registrados em tabelas contento cada local e coletas,
proporcionando assim a comparação das ocorrências das espécies e diferenças na composição das
micotas dos diferentes reservatórios.
Foi aplicado o índice de similaridade de Sörensen (Müller-Dombois & Ellenberg 1974) para
comparar resultados dois a dois, a fim de calcular a similaridade entre as micotas das folhas de cada
coleta e de cada ponto.
Cálculo do índice de similaridade: Similaridade % = [ 2 x C/ (A + B) ] x 100
Onde:
A: Número de táxons de uma das coletas a ser comparada;
B: Número de táxons da outra coleta a ser comparada;
C: Número de táxons em comum nas duas coletas comparadas (A e B).
Os dados sobre a velocidade de decomposição bem como sobre o teor de ergosterol contido
no folhedo nos dois reservatórios foram expressos em gráficos demonstrando, quando possível, a
linha de tendência e valores de r
2
.
Para análise das variáveis abióticas mensuradas durante as coletas nos dois reservatórios, bem
como a correlação existente entre estas e os valores de matéria orgânica remanescente, os teores de
ergosterol e diversidade fúngica, foi aplicada a análise de componentes principais (ACP) através da
39
transformação dos dados originais por “ranging” utilizando o programa FITOPAC aplicados ao
programa PC-ORD, versão 4.0, para Windows.
40
4. Resultados e Discussão
4.1. Variáveis climáticas
As médias mensais (n = 30) dos dados climáticos, fornecidos pela estação meteorológica do
Instituto Astronômico e Geofísico (IAG), mensurados nos meses de coletas realizadas durante o
estudo estão apresentados na Tabela 2.
A temperatura média do ar variou entre o valor mínimo de 20,3°C, no mês de março e valor
máximo de 20,8°C, no mês de fevereiro. A umidade relativa do ar apresentou porcentagens
semelhantes, com mínimo de 82% no mês de março e máximo de 84% no mês de janeiro. A
precipitação apresentou as maiores variações, com mínimo de 158,6 mm no mês de março e
máximo de 209,7 mm no mês de janeiro. A insolação na região sofreu variações entre os meses de
janeiro e fevereiro, sendo que o primeiro mês apresentou o menor valor 102,7 h e o mês de abril o
maior de 172,5.
As médias da temperatura do ar no período em estudo atreladas aos altos índices de
precipitação, possivelmente responsáveis pela elevada umidade relativa do ar, demonstram clima
quente e úmido, o que corrobora com a tendência apresentada por Santos & Funari (2002).
Segundo Conti & Furlan (2003) as áreas de planalto, região onde se localiza o PEFI, e as
serras do sudeste que abrangem sul de Minas Gerais, Espírito Santo, partes do Estado de São Paulo
e Rio de Janeiro, possuem condições especiais de clima denominado tropical de altitude,
caracterizado: a) altitude por volta de 800m a partir do trópico de Capricórnio; b) amplitude térmica
ou médias mensais máximas e mínimas não ultrapassam 6 – 8ºC; c) média mensal de precipitação
em dois meses do ano não ultrapassam 60 mm. Embora caracteristicamente úmido, o clima a que
está sujeito o PEFI, possui alternância de estação seca e chuvosa (Conti & Furlan 2003),
confirmando as quedas sofridas pelas médias de precipitação dos primeiros meses para os últimos
meses de coleta no presente estudo, conforme se aproximou a época seca.
41
4.2. Dados abióticos das águas dos lagos
Os dados abióticos das águas do Lago das Ninféias e do Lago das Garças estão apresentados
na Tabela 3.
Para o Lago das Ninféias foram mensurados valores mínimos de 20°C, na quarta coleta e
máximos de 24°C, na terceira coleta (Tabela 3). Os dados obtidos para o Lago das Ninféias
assemelham-se aos dados encontrados por Biesemeyer (2005) que no período chuvoso verificou
valores médios 20,1°C e máximos de 25,9°C de temperatura da água, este último mensurado para a
superfície do sistema. O Lago das Garças apresentou valores mínimos de 21°C, na primeira coleta,
e máximos de 26°C, na segunda coleta (Tabela 3), dados que corroboram com os valores
encontrados para o monitoramento realizado nos lagos do PEFI que apresentaram valor mínimo de
15,9ºC e máximo de 25,8ºC durante o período de estudo (Bicudo et al. 2002b) e com os dados
apresentados por Fonseca (2005) que demonstram valor mínimo de 16,6ºC e máximo de 23,3ºC
durante o ano de estudo (n = 12).
A temperatura da água foi medida na região litorânea superficial, próxima ao local onde
foram fixadas as amostras e apresentou pouca variação nas duas áreas, não se mostrando limitante
para o experimento, já que de acordo com Dix & Webster (1995) a maioria dos fungos é mesofílico
e cresce a temperatura de 5 – 35ºC e apresentam temperatura ótima de 20 a 25 ºC.
Segundo Sparrow (1968), a temperatura é reconhecida por afetar todas as atividades vitais
dos fungos, age diretamente em processos ligados à germinação e à reprodução, além de causar
alterações em estruturas morfológicas, como o aparecimento de papilas em oogônios de Achlya
colorata quando em temperaturas de 15ºC - 20ºC. De acordo com o mesmo autor, trabalhos
realizados sobre a influência da temperatura em espécies de fungos zoospóricos demonstram grande
variedade de preferência entre os membros deste grupo. Segundo Dick (1976), as espécies
pertencentes a este grupo de fungo podem apresentar temperatura ótima para germinação a 25 °C.
42
Tabela 2. Médias mensais dos elementos meteorológicos registrados no Parque Estadual das Fontes
do Ipiranga, durante os meses de janeiro a abril de 2004, fornecidos pelo Instituto Astronômico e
Geofísico da Universidade de São Paulo, localizado próximo aos locais de desenvolvimento do
trabalho.
Meses
2004
Temperatura Média do Ar
(°C)
Umidade Relativa
(%)
Precipitação
(mm)
Insolação
(horas)
Jan. 20,7 84 209,7 102,7
Fev. 20,8 83 269,8 150,3
Mar. 20,3 82 158,6 170,8
Abr. 20,6 83 191,9 172,5
Tabela 3. Valores das variáveis abióticas mensuradas nos dias das coletas quinzenais realizadas no
lago das Garças (G) e no Lago das Ninféias (N), durante o experimento de sucessão fúngica e
decomposição foliar, nos meses de janeiro a abril de 2004.
1ª Coleta 2ª Coleta 3ª Coleta 4ª Coleta 5ª Coleta
Coletas
Fevereiro Fevereiro Março Março Abril
Variáveis N G N G N G N G N G
Temperatura
(C°)
20,5 20,5 20,5 21,6 24,4 25,8 20,3 22,4 20,4 22,0
Condutividade
(μS. cm
-1
)
54,2 190,7 53,4 192,7 54,3 179,0 51,5 161,0 51,3 131,5
O
2
Dissolvido
(mg. L
-1
)
2,9 12,1 2,7 8,5 7,6 14,3 2,0 10,3 2,5 8,3
pH
6,6 9,4 5,7 6,9 6,6 9,6 6,0 7,0 5,3 6,6
43
Segundo Schoenlein-Crusius et al. (2004), os hifomicetos aquáticos mostram-se sensíveis a
variações bruscas de temperatura. A temperatura ótima para o desenvolvimento destes fungos pode
variar de acordo com a região de distribuição da espécie ou do grupo e experimentos de laboratório
demonstraram como ideal para crescimento vegetativo entre 15ºC – 25ºC e para esporulação,
temperaturas mais baixas (Bärlocher 1992). Em estudo realizado com objetivo de comparar a
esporulação destes fungos durante colonização de folhas submersas em mesocosmos sob
temperatura de 15, 20 e 25ºC foram verificadas diferentes taxas de esporulação entre algumas
espécies, quando induzidas a diferentes temperaturas (Chauvet & Suberkropp 1998).
No caso dos geofungos a temperatura age de forma semelhante, sendo as espécies adaptadas
a certa variação, já que em ambiente natural temperatura tende a flutuar constantemente (Park
1968). Segundo Dix & Webster (1995), estudos demonstram que para algumas espécies de fungos,
uma pequena variação na temperatura é suficiente para estimular o crescimento, demonstrando sua
importância na composição e estrutura da comunidade.
O oxigênio dissolvido mensurado durante as coletas mostrou-se variável, principalmente no
Lago das Ninféias com valor mínimo de 2,0 mg.L
-1
na quarta coleta e máximo de 7,6 mg.L
-1
na
terceira coleta. O Lago das Garças apresentou maiores valores, mínimo de 8,3 mg.L
-1
na primeira
coleta e máximo de 14,3 mg.L
-1
na terceira coleta.
As diferenças nas concentrações de oxigênio dissolvido, entre os dois lagos e entre os dias
de coletas (Tabela 3), são provavelmente decorrentes da elevada quantidade de algas e
cianobactérias encontradas na zona eufótica do Lago das Garças. Segundo Bicudo et al. (2002),
quando se analisa a camada superficial deste lago durante o pico de desenvolvimento das algas,
verifica-se a interferência causada por estas na dinâmica dos gases CO
2
e O
2
, resultando na
diminuição da concentração do CO
2
e aumento da concentração de oxigênio dissolvido, o que
indica alta atividade fotossintética. Portanto, apesar do maior aporte de matéria orgânica, o Lago
das Garças apresentou maior teor de oxigênio a camada superficial, onde foram submersas as
amostras.
44
Os valores encontrados para pH variaram (Tabela 3) entre os locais de estudo. O Lago das
Ninféias apresentou valores menores, com mínimo de 5,3 na quinta coleta e máximo de 6,6 na
primeira e terceira coletas (Tabela 3), enquanto que o Lago das Garças apresentou valores mínimo
de 6,6 e máximo de 9,4 (Tabela 3). Os maiores valores de pH encontrados no Lago das Garças
podem ser explicados pela elevada atividade fotossintética existente na zona eufótica, decorrente da
atividade fitoplanctônica, responsável pela diminuição do CO
2
livre e conseqüente aumento do pH
(Bicudo et al. 2002).
A condutividade no Lago das Ninféias apresentou valores mínimos de 51,3 μS.cm
-1
e
máximos de 53,4 μS.cm
-1
, diferentes do Lago das Garças que apresentou valores mínimos de 131,5
μS.cm
-1
e máximos de 192,7 μS.cm
-1
(Tabela 3). Estas diferenças entre a condutividade dos dois
lagos podem ser explicadas pelo estado hipereutrófico do Lago das Garças, já que esta é mensurada
pela atividade iônica encontrada em solução.
Os dados apresentados possuem valores semelhantes e confirmam as características dos
sistemas, apresentadas pelo monitoramento realizado mensalmente nos reservatórios do parque
desde 1997. Segundo Bicudo et al. (2002) a avaliação do monitoramento demonstra diferentes
estados tróficos.
45
4.3. Sucessão fúngica durante a decomposição das folhas de T. pulchra
Nas Tabelas 4 e 5 referentes ao Lago das Ninféias e ao Lago das Garças estão apresentados
os fungos observados nas folhas de Tibouchina pulchra durante decomposição e organizados
conforme a sucessão fúngica ocorrida nos substratos.
Somados os dois reservatórios, foram observados o total 108 táxons e 245 ocorrências de
fungos. As folhas coletadas no Lago das Ninféias totalizaram 79 táxons, destes 62 anamórfos
terrestres, dois hifomicetos aquáticos, 13 fungos zoospóricos, um ascomiceto e um zigomiceto
(Tabela 4 e Figura 6). As folhas coletadas no Lago das Garças totalizaram 63 táxons, incluindo 42
fungos anamórfos terrestres, quatro hifomicetos aquáticos, 14 fungos zoospóricos, um ascomiceto,
um basidiomiceto e um zigomiceto (Tabela 5 e Figura 6).
Foram identificados no total para os dois lagos, 84 táxons de geofungos e 24 de fungos
aquáticos. Entre os geofungos, 79 táxons são fungos anamórfos, sendo 65 hifomicetos e 14
celomicetos, sendo o restante composto por dois ascomicetos, dois zigomicetos (Mucorales) e um
basidiomiceto. Entre os fungos aquáticos foram observados e identificados 19 táxons de fungos
zoospóricos e cinco hifomicetos aquáticos. O maior número de ocorrências de fungos foi registrado
na quinta coleta, com 37 táxons no Lago das Ninféias e 28 no Lago das Garças, e o menor na quarta
coleta, com 19 e 16, respectivamente.
Em ambos os pontos as espécies e gêneros pertencentes ao grupo dos geofungos, ou fungos
de origem terrestre, ocorreram em maior número do que os fungos nativos do ambiente aquático,
sendo que dentre os geofungos, o grupo dos fungos anamórfos (antigos Deuteromycetes) é o mais
representativo, apresentando maior diversidade que os demais grupos, estando de acordo com os
resultados apresentados nos trabalhos sobre sucessão fúngica em folhas submersas de Ficus
microcarpa (Schoenlein-Crusius & Milanez 1989), Quercus robur (Schoenlein-Crusius et al. 1992),
Alchornea triplinervia (Schoenlein-Crusius & Milanez 1998d) e Tibouchina pulchra (Moreira
2002).
Para as folhas verdes antes da submersão foram identificados dez fungos: Cladosporium
46
cladosporioides, Cladosporium chlorocephalum, Cladosporium sphaerospermum, Coniella
australiensis, Epicoccum purpurascens, Penicillium funiculosum, Trichoderma viride,
Pestalotiopsis, Phoma sp. 1 e sp. 2
No Lago das Ninféias, dentre os fungos observados nas folhas verdes voltaram a ocorrer C.
chlorocephalum na primeira e quinta coletas, T. viride na primeira e quarta coletas, C.
cladosporioides na segunda, quarta e quinta coletas e o gênero Pestalotiopsis na segunda e quinta
coletas. No Lago das Garças foram observadas as espécies T. viride, em todas as coletas, exceto na
quinta, C. cladosporioides na terceira coleta, C. chlorocephalum na terceira e na quinta coletas e o
gênero Pestalotiopsis na quarta e quinta coletas. A permanência dos fungos, originalmente isolados
das folhas verdes, em etapas posteriores de decomposição pode demonstrar uma possível resistência
dos fungos de origem terrestre à submersão e as mudanças drásticas de ambientes, fato amplamente
conferido na literatura (Bärlocher & Kendrick 1974, Schoenlein-Crusius & Milanez 1989,
Schoenlein-Crusius et al. 1990, Schoenlein-Crusius & Milanez 1998d).
Bärlocher & Kendrick (1974) realizaram estudo sobre a dinâmica das populações fúngicas
em folhas submersas em rios do Canadá e estudaram previamente a comunidade fúngica das folhas
verdes coletadas diretamente das árvores, das quais foram isolados oito gêneros de fungos
anamórfos. Segundo os autores, alguns desses gêneros ainda foram isolados no decorrer do estudo
colonizando as folhas mesmo após meses de submersão, muitos destes isolados no final do
experimento.
Schoenlein-Crusius & Milanez (1989) isolaram das folhas secas de Ficus microcarpa L.f.
antes da submersão, oito espécies e um gênero pertencentes ao grupo dos fungos anamórfos, sendo
que as espécies Aspergillus clavatus Desm., Cylindrocladium scoparium Morgan, Cylindrocladium
parvum Anderson, Fusarium poae (Peck) Wollenw., Trichoderma viride Hughes e Mucor hiemalis
Wehmer e o gênero Alternaria sp., foram isolados continuamente durante o experimento de
sucessão fúngica mesmo após meses de submersão, fato que demonstra a grande resistência desses
fungos às mudanças drásticas de ambiente. Resultado semelhante foi registrado em trabalho
47
subseqüente sobre sucessão fúngica em folhas de Quercus robur L. submersas em lago situado no
município de Itapecerica da Serra (Schoenlein-Crusius et al. 1990) de onde foram isolados das
folhas verdes antes da submersão, as seguintes espécies: Epicoccum nigrum, Fusarium semitectum,
Trichoderma viride, Penicillium frequentans, Mucor hiemalis, Aspergillus flavus e Alternaria
alternata. Dentre estas, as quatro primeiras ocorreram durante vários meses de decomposição das
folhas e as três últimas mostraram-se de ocorrência esporádica.
Posteriormente Schoenlein-Crusius & Milanez (1998d) em trabalho sobre sucessão fúngica
em folhas de Alchornea triplinervia (Spreng.) Muell. Arg. submersas em riacho na mata atlântica da
Reserva Biológica de Paranapiacaba isolaram Trichoderma viride, Fusarium oxysporum, Fusarium
graminearum, Penicillium hirsutum, Alternaria alternata, Mucor hiemalis, Epicoccum
purpurescens e Aspergillus clavatus, destes apenas a espécie F. graminearum não ocorreu até a fase
intermediária da decomposição.
A micota autóctone encontrada nas folhas secas antes destas serem submersas pode ser
considerada específica de cada tipo de folha (Frankland 1992), isto ocorre em função das
características químicas e físicas de cada substrato (Petersen & Cummins 1974 apud Cummins
1974), sendo que a resistência apresentada por estes fungos à submersão e mudanças drásticas de
ambiente são freqüentemente verificadas (Hudson 1968, Park 1972).
No Lago das Ninféias, na primeira etapa da sucessão fúngica decorrida nos primeiros 15
dias de submersão (primeira coleta), foram registrados 36 táxons, destes, 32 anamórfos terrestres e
quatro zoospóricos. Dentre os fungos identificados como primeira ocorrência na sucessão estão as
espécies Acremonium charticola, Acremonium strictum, Aspergillus terreus, Aspergillus japonicus,
Cylindrocladium camelliae, Cylindrocladium novae-zelandiae, Fusarium decemcellulare, Fusarium
moniliform, Fusarium nivale, Fusarium oxysporum, Fusarium solani, Gonapodya prolifera,
Paecilomyces carneus, Paecilomyces varioti, Penicillium citrinum, Penicillium fellutanum,
Penicillium islandicum, Penicillium janthinellum, Penicillium minioluteum, Penicillium
purpurogenum, Penicillium spinulosum, Penicillium variabile, Phoma glomerata, Phoma
48
pomorum, Trichoderma atroviride, Trichoderma citrinoviride, Trichoderma crassum, Trichoderma
koningii, e os gêneros Citosporina sp., Dictyuchus sp., Pythiogeton sp., Pythium sp. 1 (esférico) e
celomiceto sp. 2.
Para a mesma etapa do experimento, porém no Lago das Garças, foram 12 fungos
anamórfos terrestres, seis zoospóricos, um basidiomiceto e um zigomiceto, totalizando 20 táxons
número menor que do Lago das Ninféias. As espécies de primeira ocorrência na sucessão foram:
Aspergillus terreus, Catenophlyctis variabilis, Geotrichum candidum, Gonapodya prolifera, Mucor
racemosus f. shaerosporus, Paecilomyces ghanensis, Penicillium minioluteum, Penicillium
purpurogenum, Penicillium decumbens, Phoma pomorum, Trichoderma aureoviride, Trichoderma
crassum, Trichoderma reeseii e os gêneros Dictyuchus sp., Pythium sp.1 (esférico), Pythium sp. 2
(esférico com proliferação interna), Pythiogeton sp. e os fungos não identificados celomiceto sp. 1 e
basidiomiceto sp.1.
Desta forma, na etapa inicial da sucessão que correspondente aos primeiros 15 dias do
experimento (primeira coleta) no Lago das Ninféias foi verificado grande aumento no número de
fungos, sendo a comunidade composta, na maioria, por fungos anamórfos terrestres, havendo ao
mesmo tempo o início da entrada dos fungos zoospóricos nativos do ambiente aquático. Esta
mesma etapa, no Lago das Garças, foi marcada pelo menor número de ocorrências, sendo a
comunidade também composta pela maioria de geofungos, mas já apresentando maior número de
espécies de fungos zoospóricos. Dentre os geofungos, os fungos anamórfos foram novamente
dominantes, porém neste lago foram registrados uma espécie de zigomiceto e um táxon pertencente
ao grupo dos basidiomicetos.
De acordo com Frankland (1992), a etapa inicial da sucessão pode ser caracterizada pelo
estabelecimento de determinadas espécies através da rápida germinação e crescimento realizado
pela comunidade pioneira, geralmente já estabelecida nas folhas, ou por espécies habitantes do
ambiente em que a decomposição ocorre. Este estágio é denominado de “efeito pioneiro da
colonização”, sendo os geofungos considerados participantes ativos desta fase (Bärlocher &
49
Kendrick 1974, Schoenlein-Crusius & Milanez 1989, Schoenlein-Crusius et al. 1990, Dix &
Webster 1995, Schoenlein-Crusius & Milanez 1998d). Segundo Schoenlein-Crusius & Milanez
(1998d), as espécies isoladas nas folhas secas antes da submersão e continuamente isoladas durante
a sucessão podem ser consideradas como a micota pioneira, indicando o ponto inicial da sucessão
fúngica durante a decomposição de folhas nos ambientes aquáticos.
Em trabalho realizado sobre a decomposição de folhas de Tibouchina pulchra submersas em
riacho na mata atlântica, Moreira (2002) observou grande número de espécies de fungos anamórfos
terrestres e a sua dominância durante todo o processo de decomposição, seguidos pelos hifomicetos
aquáticos e pelos zigomicetos. Neste trabalho não foi feito o levantamento dos fungos zoospóricos
presentes na sucessão.
Os táxons de fungos zoospóricos observados nas folhas de T. pulchra são conhecidos como
decompositores ativos durante a degradação de substratos foliares submersos (Schoenlein-Crusius
& Milanez 1989, Schoenlein-Crusius et al. 1990, Pires-Zottarelli et al. 1993, Schoenlein-Crusius &
Milanez 1998c). Segundo Willoughby (1974), espécimes representantes dos fungos zoospóricos,
como os gêneros Pythium sp., Saprolegnia sp., Phytophthora sp., Achya sp. e Dictyuchus sp. podem
freqüentemente ser isolados de folhas em estágios iniciais de decomposição nos ambientes
aquáticos como componentes da comunidade pioneira, dependo da composição química de cada
substrato.
No presente estudo, ocorreu a colonização pioneira dos fungos zoospóricos
concomitantemente aos geofungos, resultado semelhante ao obtido por Schoenlein-Crusius &
Milanez (1989) em trabalho sobre sucessão fúngica em folhas de Ficus microcarpa, sendo também
observados em grande quantidade durante a sucessão fúngica em folhas de Quercus robur
(Schoenlein-Crusius et al. 1990) e Alchornea triplinervia (Schoenlein-Crusius & Milanez 1998d)
na fase intermediária da sucessão, logo após estabelecimento das espécies de hifomicetos aquáticos.
Pires-Zottarelli et al. (1993) estimaram quantitativamente as populações de fungos
zoospóricos (Chytridiomycetes) e hifomicetos aquáticos durante a decomposição de folhas
50
submersas e verificaram maior concentração de fungos zoospóricos nesta fase, demonstrando a ação
ativa deste grupo de fungos nos processos de decomposição das folhas.
Na segunda coleta, 31º dia de decomposição, ocorreram mudanças nas comunidades
fúngicas decompositoras das folhas nos dois lagos, fato verificado pela diminuição da diversidade
de fungos e pela substituição de espécies. Nas folhas coletadas no Lago das Ninféias foram
identificados 27 táxons, desses 22 anamórfos terrestres, quatro zoospóricos e um ascomiceto e,
observados pela primeira vez na sucessão as espécies, Aspergillus oryzae, Cladosporium
oxysporum, Fusicoccum aesculi, Geotrichum candidum, Humicola fuscoatra, Hyphochytrium
catenoides, Penicillium decumbens, Penicillium olsonii, Phoma eupyrena, Trichoderma
aureoviride, Trichoderma reeseii, o gênero Pythium sp. 3 (filamentoso inflado) e os fungos não
identificados Tuberculariaceae sp. 1, ascomiceto sp. 1 e celomiceto sp. 1.
Para as folhas coletadas no Lago das Garças, também com menor número de fungos, foram
identificados 19 táxons, ocorrendo novamente em os anamórfos terrestres (total de 13), seguidos
pelos zoospóricos com quatro representantes e pelos hifomicetos aquáticos com apenas um gênero,
sendo citadas pela primeira vez na sucessão as espécies Cladochytrium replicatum,
Cylindrocladium camelliae, Fusarium chlamydosporum, Fusarium moniliforme, Fusarium
oxysporum, Fusarium solani, Paecilomyces lilacinus, Paecilomyces variotii, Trichoderma
atroviride, Trichoderma koningii, Trichoderma pseudokoningii e os gêneros Heliscus sp., Karlingia
sp.e Pythium sp. 3 (filamentoso inflado).
No 45º dia de submersão das folhas (terceira coleta) o número de táxons continuou a decair.
No Lago das Ninféias foram identificados 22 táxons de fungos, com 16 fungos anamórfos terrestres,
cinco fungos zoospóricos, um hifomiceto aquático e um zigomiceto. As espécies que ocorreram
pela primeira vez foram Cladochytrium replicatum, Cylindrocladium parvum, Fusarium
chlamydosporum, Fusarium culmorum, Mucor hiemalis f. hiemalis, Paecilomyces lilacinus,
Septochytrium macrosporum, Trichoderma harzianum, Trichoderma piluliferum e os gêneros
Heliscus sp. e Nowakowskiella sp. Junto a estes fungos voltaram a ser isoladas as espécies
51
Aspergillus terreus, Cylindrocladium camelliae, Cylindrocladium novae-zelandiae, Fusarium
solani e Trichoderma atroviride, obtidos anteriormente na primeira coleta.
No Lago das Garças, nesta mesma etapa da decomposição, a diminuição no número de
táxons foi menos acentuada, sendo identificados 20 táxons. Fizeram-se presentes 14 fungos
anamórfos terrestres, cinco fungos zoospóricos e um hifomiceto aquático. As espécies observadas
pela primeira vez foram Catenochytridium kevorkianii, Chloridium viride, Cladosporium
herbarum, Hyphochytrium catenoides, Penicillium variabile, Septochytrium macrosporum e os
gêneros Anguillospora sp., Chaetophoma sp. e Tuberculariaceae sp. 2. Voltaram a ser observados
na sucessão as espécies Aspergillus terreus, Penicillium purpurogenum e o gênero Pythium sp.1
(esférico), já observados na primeira coleta.
As duas coletas descritas acima podem ser consideradas como etapas intermediárias da
sucessão fúngica nas folhas, sendo verificada diminuição do número de táxons de fungos,
principalmente dos pertencentes ao grupo dos geofungos e o aumento do número de táxons de
fungos aquáticos. Nas etapas intermediárias da sucessão possivelmente ocorreu o estabelecimento
de uma comunidade composta por espécies mais adaptadas à competição pelo substrato, sendo a
diminuição do número de táxons decorrente da menor tolerância de algumas espécies a metabólitos
secundários produzidos por espécies mais adaptadas (Frankland 1992) e da maior competição por
nutrientes contidos nos substrato (Dix & Webster 1995).
Geralmente os hifomicetos aquáticos são observados a partir da etapa inicial da
decomposição dos substratos submersos (Bärlocher & Kendrick 1974, Schoenlein-Crusius &
Milanez 1989, Schoenlein-Crusius et al. 1990, Moreira 2002). De acordo com Willoughby (1974)
os hifomicetos aquáticos, juntamente com os fungos zoospóricos, podem ser considerados
decompositores pioneiros, sendo capazes de degradar compostos à base de celulose e de lignina. No
presente estudo os hifomicetos aquáticos ocorreram nas etapas intermediárias da sucessão, tal como
citado por Schoenlein-Crusius & Milanez (1998d), que verificaram a ocorrência dos hifomicetos
aquáticos em folhas de Alchornea triplinervia após dois meses de submersão.
52
No Lago das Ninféias a menor ocorrência de hifomicetos aquáticos pode estar relacionada às
baixas concentrações de oxigênio da água, fato observado nas primeiras coletas. Na terceira coleta
os teores de oxigênio aumentaram e nesta foi registrada a primeira espécie de hifomiceto aquático.
Segundo Bärlocher (1992), os hifomicetos aquáticos parecem estar relacionados a águas correntes e
bem aeradas, justificando possíveis ocorrências destes fungos em condições favoráveis de oxigênio
dissolvido.
Na quarta coleta realizada no 60º dia de decomposição, as folhas dos dois lagos
apresentaram menor número de táxons. As folhas coletadas no Lago das Ninféias apresentaram 19
táxons, com 17 fungos anamórfos terrestres e quatro táxons de fungos zoospóricos, sendo
observadas pela primeira vez apenas as espécies
Dictyuchus pseudodictyon, Penicillium vulpinum,
Penicillium waksmanii e voltando a sucessão as espécies Fusarium nivale, Gonapodya prolifera,
Paecilomyces carneus, Penicillium janthinellum e Penicillium variabile, observadas na primeira
coleta e as espécies Penicillium minioluteum e Trichoderma reeseii isolados na segunda coleta.
No Lago das Garças foram registrados 16 táxons compostos por 13 fungos anamórfos
terrestres e três fungos zoospóricos, sendo observadas pela primeira vez as espécies
Aspergillus
japonicus, Fusarium nivale, Fusarium sambucinum, Fusarium subglutinans, Nowakowskiella
elegans, Trichoderma harzianum, junto aos táxons que retornaram à sucessão, Trichoderma reeseii
e Dictyuchus sp, obtidos na primeira coleta e as espécies Cylindrocladium camelliae, Fusarium
moniliforme, Fusarium oxysporum e Trichoderma koningii, registradas na segunda coleta.
Na quinta e última coleta, aos 77 dias de submersão, as folhas apresentaram maior número
de táxons de fungos. No Lago das Ninféias foram identificados 37 táxons, incluindo 28 fungos
anamórfos, oito fungos zoospóricos, um hifomiceto aquático e um ascomiceto. Foram observadas
pela primeira vez as espécies Anguillospora crassa, Aspergillus fumigatus, Colletotrichum
gloesporioides, Karlingia rosea, Myrothecium gramineum, Trichocladium opacum, Verticillium
fungicola e os gêneros Dictyochaeta sp. 1, Pythium sp. 4 (filamentosos não inflado), Pythium sp. 5
(lobulado) e o fungo desconhecido sp.1. Foram verificadas novamente na sucessão as espécies
53
Aspergillus japonicus e Trichoderma citrinoviride e o fungo celomiceto sp. 2, observados na
primeira coleta, as espécies Penicillium decumbens, Phoma eupyrena, Trichoderma koningii,
Phoma pomorum, os gêneros Citosporina sp., Pythium sp. 3 (filamentoso inflado) e os fungos
ascomiceto sp.1 e celomiceto sp.1, observados na segunda coleta, além das espécies Cladochytrium
replicatum, Geotrichum candidum, Hyphochytrium catenoides, Paecilomyces lilacinus, Phoma
glomerata e Trichoderma harzianum, observadas na terceira coleta.
De maneira semelhante, houve acréscimo do número de táxons de fungos nas folhas
coletadas no Lago das Garças, com 28 táxons registrados, sendo 18 fungos anamórfos terrestres,
quatro fungos zoospóricos, um hifomiceto aquático, um basidiomiceto e um ascomiceto. As
espécies citadas pela primeira vez foram
Camposporum pellucidum, Penicillium restrictum,
Penicillium waksmanii, Phoma eupyrena, Trichoderma inhamatum, Verticillium fungicola,
Verticillium lecanii, e os gêneros Aphanomyces sp., Citosporina sp., Eupenicillium sp. e
Tripospermum sp. As espécies novamente registradas na quinta coleta são Penicillium minioluteum
e o fungo basidiomiceto sp. 1, citados na primeira coleta, os gêneros Heliscus sp. e Pythium sp. 3
(filamentoso inflado) citados na segunda coleta e as espécies Penicillium purpurogenum
,
T
richoderma atroviride e o gênero Anguillospora sp., observados na terceira coleta.
No Lago das Garças apesar do acréscimo ocorrido no número geral de táxons, foi verificado
decréscimo no número fungos zoospóricos e hifomicetos aquáticos, o que possivelmente demonstra
a substituição destes fungos por geofungos, dado que corrobora os resultados obtidos para folhas de
A. triplinervia (Schoenlein-Crusius & Milanez 1998d), nas quais geofungos diferentes dos pioneiros
fizeram-se presentes nas etapas finais da sucessão.
Quando se estuda sucessão fúngica em substratos foliares de diferentes espécies, geralmente
ocorrem modificações na composição da micota, pois diferentes substratos podem apresentar
composições químicas e físicas distintas (Frankland 1992, 1998).
54
De acordo com as Tabelas 4 e 5 as sucessões de espécies de fungos durante a decomposição
das folhas de T. pulchra ocorreram de maneira diferente nos dois reservatórios, possivelmente em
decorrência dos diferentes estados tróficos.
Os reservatórios caracterizados como eutróficos ou hipereutróficos, como o Lago das
Garças, geralmente possuem taxas mais rápidas de decomposição de matéria orgânica (Sridhar &
Bärlocker 2000; Gulis & Suberkropp 2003) devido a maior intensidade do metabolismo dos
organismos que compõem a comunidade aquática decompositora (Wetzel 1993, Esteves 1998,
Gulis & Suberkropp 2004). De acordo com Sridhar & Bärlocher (2000) quanto maiores forem a
temperatura e a entrada de nutrientes para o ecossistema, maior será a taxa de decomposição,
estando as altas concentrações de nutrientes, particularmente as de nitrato, correlacionadas às
elevadas taxas de decaimento de peso de matéria orgânica submersa. Em regiões de clima
temperado, os nutrientes adicionados às águas geralmente elevam as taxas de esporulação das
espécies de hifomicetos aquáticos, resultando mudanças estruturais e metabólicas na comunidade
fúngica (Gulis & Suberkropp 2003, 2004).
Em trabalho realizado por Schoenlein-Crusius & Milanez (1998d) os autores distinguiram
três etapas na sucessão ocorrida durante a decomposição de folhas de A. triplinervia, sendo a etapa
inicial marcada pela maior colonização das folhas por fungos tipicamente terrestres, a intermediária
caracterizada pela elevação das espécies de fungos nativos do ambiente aquático (hifomicetos
aquáticos e fungos zoospóricos) e a final novamente marcada pela entrada de geofungos, tendência
semelhante à sucessão visualizada no Lago das Garças.
O índice de similaridade de Sörensen foi aplicado para comparar a semelhança entre as
micotas aquáticas de cada coleta realizada nos lagos. No Lago das Ninféias foi encontrado valor de
9% de similaridade entre a micota observada nas folhas verdes e a micota observada nas folhas da
primeira coleta, subindo para 31% entre a micota da primeira e da segunda coletas, diminuindo para
25% entre a micota da segunda e da terceira coletas, novamente subindo para 29% entre a micota da
terceira e a micota da quarta e novamente caindo para 25% entre a micota da quarta e da quinta
55
coletas. Os índices de similaridade podem ser considerados baixos, indicando que as micotas
apresentaram composições distintas de uma coleta para outra.
No Lago das Garças foi encontrado valor de 7% entre a micota encontrada nas folhas verdes
e a micota encontrada nas folhas da primeira coleta, subindo para 51% entre a micota da primeira e
da segunda coletas, novamente apresentando 51% entre a micota da segunda e terceira coletas,
caindo para 17% entre a micota da terceira e quarta coletas e subindo para 41% entre a micota da
quarta e quinta coletas, indicando modificações mais bruscas na composições das micotas na
diferentes coletas.
A comparação entre as micotas dos dois lagos entre as mesmas coletas resultou na obtenção
de baixos valores de similaridade: 32% entre as primeiras coletas, 26% entre as segundas, 29%
entre as terceiras, 34% entre as quartas e 31% entre as quintas coletas. Demonstrando diferenças
entre as micotas dos dois locais de coleta.
Segundo Christensen (1989), em estudos sobre fungos em ambientes tropicais são citados
índices ao redor de 70% para similaridade entre as micotas. Assim os resultados de similaridade
obtidos podem ser considerados baixos e supõe-se que as populações diferiram ao longo dos
processos, caracterizando a sucessão de espécies de fungos durante a decomposição das folhas nos
dois lagos, já que quanto menor a similaridade entre as micotas observadas em cada coleta, maiores
são as substituições de táxons de fungos durante a decomposição, demonstrando ocupação
seqüencial dos substratos.
Moreira (2002) encontrou valores semelhantes para a similaridade entre as micotas
participantes da sucessão fúngica em folhas de T. pulchra submersas em riachos, correspondendo a
39% entre a primeira e segunda coletas, 50% entre a segunda e terceira, 54% entre a terceira e a
quarta e 62% entre a quarta e a quinta coletas.
Os gêneros de maior ocorrência e com maior número de espécies identificadas como
decompositoras das folhas coletadas no Lago das Ninféias foram: Trichoderma com 22 ocorrências
e nove espécies, Penicillium com 21 ocorrências e 13 espécies e Fusarium com 13 ocorrências e
56
sete espécies, seguidos por Phoma com nove ocorrências e três espécies e Pythium sp. com nove
ocorrências e cinco táxons, apresentando diferentes morfologias do zoosporângio. Os táxons que
apresentaram maior número de ocorrências foram Pythium sp.1 (esférico) ocorrendo em todas as
coletas, Trichoderma atroviride não verificado na segunda coleta, Penicillium minioluteum não
observado na terceira coleta, Phoma glomerata não verificado na quarta coleta e Fusarium
oxysporum não observado na quinta coleta.
Entre as espécies de menor ocorrência estão Acremonium charticola, Acremonium strictum,
Anguillospora crassa, Aspergillus fumigatus, Aspergillus oryzae, Cladosporium oxysporum,
Colletotrichum gloesporioides, Cylindrocladium parvum, Dictyuchus pseudodictyon, Fusarium
culmorum, Fusarium decemcellulare, Fusarium moniliforme, Fusicoccum aesculi, Humicola
fuscoatra, Karlingia rósea, Mucor hiemalis f. hiemalis, Myrothecium gramineum, Paecilomyces
variotii, Penicillium islandicum, Penicillium olsonii, Penicillium purpurogenum, Penicillium
spinulosum, Penicillium vulpinum, Penicillium waksmanii, Septochytrium macrosporum,
Trichocladium opacum, Trichoderma crassum, Trichoderma piluliferum, Verticillium fungicola,
Acremonium sp., Dictyochaeta sp., Heliscus sp., Pythiogeton sp., Pythium sp. 4, Pythium sp. 5,
Tuberculariaceae sp. 1e um fungo desconhecido sp. 1.
No Lago das Garças os gêneros de maior ocorrência foram Trichoderma com 23 ocorrências
e nove espécies, Fusarium com 12 ocorrências e sete espécies e Penicillium com 12 ocorrências e
sete espécies. Neste local apenas a espécie Trichoderma aureoviride ocorreu em todas as coletas, a
espécie Trichoderma viride ocorreu em todas as coletas, exceto na quinta. A distribuição dos
demais táxons deu-se de forma irregular com algumas espécies ocorrendo em três coletas como
Fusarium moniliforme, Fusarium oxysporum, Penicillium decumbens, Penicillium purpurogenum,
Trichoderma atroviride e Trichoderma reeseii. As espécies Aspergillus japonicus, Camposporum
pellucidum, Catenochytridium kevorkianii, Catenophlyctis variabilis, Chloridium viride,
Cladochytrium replicatum, Cladosporium herbarum, Fusarium chlamydosporum, Fusarium nivale,
Fusarium solani, Fusarium subglutinans, Geotrichum candidum, Hyphochytrium catenoides,
57
Mucor racemosus f. shaerosporus, Nowakowskiella elegans, Paecilomyces lilacinus, Paecilomyces
ghanensis, Penicillium restrictum, Penicillium variabile, Penicillium waksmanii, Phoma eupyrena,
Phoma pomorum, Septochytrium macrosporum, Trichoderma crassum, Trichoderma
pseudokoningii, Trichoderma inhamatum, Verticillium fungicola, Verticillium lecanii, os gêneros
Aphanomyces sp., Citosporina sp., Eupenicillium sp., Pythium sp. 2 (esférico com proliferação
interna), Tripospermum sp., Chaetophoma sp. e os fungos coelomiceto sp. 1, Tuberculariaceae sp.
2, ocorreram apenas uma vez em toda a decomposição.
Os geofungos foram os maiores colonizadores das folhas durante a decomposição, fato
também observado durante a decomposição de folhas de Q. robur, nas quais os geofungos
constituíam aproximadamente 50% da micota observada, isolados continuamente até o final do
experimento (Schoenlein-Crusius et al.1990).
A contínua colonização das folhas por diferentes espécies de geofungos possivelmente
ocorre através de esporos e propágulos presentes nos ambientes aquáticos (Schoenlein-Crusius &
Milanez 1989), já que a maioria dos geofungos isolados durante o processo de sucessão e
decomposição ocorreu nas folhas após submersão. Cooke (1961) em trabalho realizado com
objetivo de avaliar a micota presente em águas receptoras de esgoto doméstico, verificou a presença
maciça de geofungos na coluna d’água e nos sedimentos de diferentes pontos do rio Lytle Creek
(Carolina do Norte) e concluiu que estes fungos são extremamente adaptáveis, podendo sobreviver
em ambientes diversos, eventualmente colonizando substratos submersos.
Bärlocher & Kendrick (1974) estudaram a decomposição de folhas em rio de região de
clima temperado e estabeleceram a relação existente entre a dominância de grupos de fungos
durante a decomposição e a da temperatura da água, havendo predomínio dos geofungos durante os
períodos mais quentes e predomínio dos hifomicetos aquáticos durante os períodos mais frios do
ano. De maneira semelhante, Au & Hodgkiss (1992) verificaram que os geofungos são dominantes
em ambientes aquáticos poluídos, independentemente da sazonalidade. Ocorre, porém que os
hifomicetos aquáticos apresentam tolerância elevada a condições de baixa temperatura, podendo
58
eventualmente sobrepor-se em diversidade e atividade aos geofungos, durante algumas estações do
ano.
No presente estudo foram ainda observados dentre os geofungos representantes de
zigomicetos, ascomicetos e basidiomicetos, que embora em número reduzido, resistiram à
submersão e permaneceram ativos durante a decomposição, resultado semelhante aos dados
encontrados em outros trabalhos sobre sucessão fúngica em substratos submersos (Schoenlein-
Crusius & Milanez 1989, Schoenlein-Crusius et al. 1990, Schoenlein-Crusius & Milanez 1998d,
Moreira 2002).
Durante a observação das amostras de folhas e de iscas incubadas em água, foram
verificados fungos de origem terrestre esporulando ativamente, mostrando a capacidade destes em
decompor substratos submersos juntamente com os fungos aquáticos típicos. Dentre estes fungos
estão os gêneros Aspergillus sp., Fusarium sp., Penicillium sp., Trichoderma sp. além de muitos
fungos dematiaceos.
Dos 108 fungos observados nas folhas, 19 táxons são pertencentes ao grupo dos fungos
zoospóricos, mostrando a ativa ação destes microrganismos na decomposição de substratos foliares
alóctones em reservatórios. Além de ocorrerem em maior quantidade de táxons, aparentemente
estavam mais ativos na decomposição que os hifomicetos aquáticos, demonstrando grande
quantidade de micélio vegetativo e estruturas de reprodução visíveis na superfície foliar. Muitos
táxons foram identificados apenas em nível genérico devido a falta da ocorrência da fase sexuada,
cuja observação é necessária para completar a identificação das espécies. Hyphochytrium
catenoides e Septochytrium macrosporum constituem novas citações para o Estado de São Paulo.
O número de táxons e ocorrência de hifomicetos aquáticos não foram altas, já que foram
identificadas apenas cinco táxons: Anguillospora crassa, Camposporum pellucidum, Anguillospora
sp, Helicus sp e Tripospermum sp, com pouca esporulação visível. A metodologia para isolamento
destes fungos não possibilitou a obtenção de culturas puras devido a contaminação.
As folhas submersas no Lago das Garças em relação ao Lago das Ninféias apresentaram
59
número geral menor de táxons de fungos e maior de táxons de hifomicetos aquáticos e de fungos
zoospóricos. Apesar de ser mais poluído, o Lago das Garças pode ser um ambiente propício para o
desenvolvimento dos fungos aquáticos, este fato foi também verificado anteriormente por Rocha
(2004) no levantamento de fungos zoospóricos no PEFI.
O grupo dos fungos zoospórios mostrou-se predominante entre os fungos nativos do
ambiente aquático, dados que corroboram com o trabalho realizado por Schoenlein-Crusius &
Milanez (1998d), no qual os autores verificaram que os fungos zoospóricos, entre os fungos
aquáticos, foram os de maior dominância durante a decomposição de folhas de Alchornea
triplinervia.
No presente estudo os diferentes táxons identificados são pertencentes a dois diferentes
Reinos, Fungi e Stramenopila, classificação baseada na filogenia (Alexopoulos 1996). Dentre eles o
gênero Pythium foi dominante, ocorrendo em todas as coletas nos dois locais. Por não apresentarem
reprodução sexuada, a identificação em nível de espécie não foi possível, separado-os conforme a
classificação de Plaats-Niterink (1981), que leva em consideração a morfologia do zoosporângio
(esféricos, esféricos com proliferação interna, filamentoso inflado, filamentoso não inflado e
lobulado) para caracterizar as diferentes espécies.
Ranković (2005), em trabalho realizado em cinco grandes reservatórios com diferentes
características hidrobiológicas e produtivas na Sérvia, mostrou através de análises quantitativas da
comunidade fúngica em diferentes compartimentos dos reservatórios, que a menor diversidade de
fungos ocorreu no reservatório oligotrófico e o maior na zona litoral do reservatório mesotrófico. O
autor identificou 48 espécies, incluindo os gêneros Penicillium, Aspergillus,
Cladosporium,
Fusarium, Rhizopus, Mucor, Phoma e Verticillium, dominantes entre os fungos alóctones e as
espécies Achlya americana, A. diffusa, A. racemosa, Dictyuchus sterile,
Isoachlya toruloides,
Leptomitus lacteus, Pythium ultimum, Saprolegnia
ferax, S. hypogyna e S. monica dominantes entre
os fungos nativos ou autóctones, concluindo que a micota aquática nativa é mais bem representada
60
em lagos com grau trófico elevado, resultado que corrobora com a tendência apresentada no
presente estudo.
Em regiões de clima temperado as folhas provenientes da vegetação marginal que entram
nos rios e lagos são colonizadas por fungos, bactérias e detritívoros (Baldy et al. 1995), assim como
em lagos de regiões tropicais (Schoenlein-Crusius & Milanez 1996). Embora se encontre os
mesmos grupos de microrganismos agindo na cadeia de detritos, existem grandes diferenças na
composição da micota encontrada durante o processo de decomposição, fato que pode ser
visualizado nos trabalhos de levantamento e diversidade realizados.
Pode-se concluir que a comunidade fúngica apresentou sucessão durante o processo de
decomposição das folhas nos dois lagos, estando os dados corroborando as tendências apresentadas
em outros trabalhos brasileiros sobre sucessão fúngica em folhas submersas, nos quais os fungos
autóctones (geofungos) foram predominantemente isolados dos materiais submersos até estágios
finais de decomposição, seguidos pelos fungos zoospóricos e hifomicetos aquáticos que
apresentaram tendência à colonizar as folhas mais intensamente em estágios intermediários e finais
da sucessão. (Schoenlein–Crusius & Milanez 1989, Schoenlein–Crusius et al. 1990, Schoenlein–
Crusius & Milanez 1998d, Moreira 2002).
63
10
15
20
25
30
35
40
FV 1ª 2ª 3ª 4ª 5ª
Coletas
N° de táxons de fungos
Nº de táxons de fungos no LN
Nº de táxons de fungos no LG
Figura 6. Número de táxons de fungos observados primeiramente nas folhas verdes (FV) e
nas folhas de T. pulchra em decomposição no Lago das Ninféias - LN (●) e no Lago das Garças -
LG (■), durante as coletas de fevereiro a abril de 2004.
64
4.4. Determinação da velocidade de decomposição das folhas
A velocidade de decomposição das folhas de Tibouchina pulchra Cogn. foi determinada
através do decaimento das médias da matéria orgânica remanescente (M. O. R.) em porcentagem
(%) (Figuras 07 e 08) e pelo coeficiente de decomposição k de Olson (1963) (Figuras 09 e 10).
No Lago das Ninféias a média do peso seco inicial obtido para as folhas foi de 10,037g.
Após submersão de 15 dias foi obtida média de matéria orgânica remanescente de 7,419g de folhas,
equivalente a 74% da matéria orgânica inicial. Na segunda coleta, equivalente a 31 dias de
submersão, foi encontrado valor de 6,517g ou 65% da matéria orgânica remanescente inicial, para a
terceira coleta ou 45 dias de exposição a média encontrada foi de 5,995g de ou 60% do peso da
seco inicial das folhas. Na
quarta coleta a queda de peso diminuiu apresentando valor de 5,694g de
folhas, ou 57% do peso seco inicial. Na quinta coleta houve aparente estabilização da
decomposição, havendo aumento de peso das folhas, com valor de 5,728g também equivalente a
57% do peso seco inicial das folhas.
O experimento realizado no Lago das Garças apresentou maior e mais rápida perda de peso,
a média do peso seco inicial das folhas foi de 10,032g, apresentado após 15 dias de submersão valor
de 7,626g ou 76% de matéria orgânica remanescente. A perda de peso durante a segunda quinzena
do experimento, equivalente a 31 dias de submersão, foi de 1,955g, com valor de 5,671g ou 57% de
matéria orgânica remanescente. A terceira coleta ou 45 dias de experimento apresentou valor de
5,383g ou 54% de matéria orgânica remanescente com queda contínua para a quarta coleta que
apresentou valor de 3,270g equivalente a 33% do peso seco inicial. A quinta coleta apresentou valor
de 1,211g de matéria orgânica remanescente ou 12%, com muitos sacos de tela de náilon vazios,
fato que demonstra a rápida decomposição dos substratos foliares neste lago.
Embora a decomposição no lago menos poluído (Lago das Ninféias) tenha aparentemente
estabilizado, a curva de perda de peso ou de teor de matéria orgânica remanescente apresentou linha
de tendência exponencial com valor de r
2
= 0,8152, mostrando-se elevada. A linha de tendência
visualizada para o Lago das Garças apresentou valor semelhante r
2
= 0,8701, sendo significativa e
65
demonstrando que a equação determinada pela regressão pode expressar o modelo de decomposição
do folhedo no período de tempo estudado neste lago.
De acordo com diversos trabalhos realizados sobre a dinâmica de decomposição de matéria
orgânica autóctone em ambientes lóticos (Kaushik & Hynes 1968, 1971, Petersen & Cummins 1974
apud Cummins 1974, Gessner 1999) esta pode ser dividida em três fases: lixiviação,
condicionamento microbiano e fragmentação pelos detritívoros. Segundo Cummins (1974) a
lixiviação inicia-se após 24 horas de submersão com rápida perda de peso das folhas, que pode
chegar a 30% de peso seco inicial. O sucesso da lixiviação, ou a quantidade de perda de massa,
depende da qualidade da folha, que varia de espécie para espécie, das condições do ambiente
aquático e do clima a que este ambiente é exposto.
A segunda etapa da decomposição, caracterizada pelo condicionamento microbiano de
bactérias, protozoários, hifomicetos aquáticos, fungos zoospóricos e geofungos é completada nas
primeiras duas semanas de decomposição, sendo dependente da temperatura (Cummins 1974).
Segundo o mesmo autor, o termo condicionamento deve ser utilizado para descrever o aumento da
palatabilidade dos substratos para os detritívoros, tendo o significado de “preparação” do substrato
(Gessner 1999), fato este ocasionado pelo acúmulo de biomassa microbiana com conseqüente
elevação dos valores nutritivos das folhas (Cummins 1974).
Kaushik & Hynes (1968) realizaram experimento para avaliação do acréscimo de proteína às
folhas durante a decomposição e verificaram que isto ocorria durante o crescimento de fungos, já
que a inibição do crescimento bacteriano, por meio de antibióticos não causou diminuição no nível
protéico foliar. Os mesmos autores concluíram que a composição das folhas, a qualidade e
temperatura da água e o tipo de microrganismos envolvidos são alguns dos fatores responsáveis
pela decomposição das folhas durante a época de outono em rios de regiões de clima temperado.
A terceira etapa da decomposição é caracterizada pela fragmentação mecânica do substrato
causada através da ação de detritívoros, microrganismos e por ação da turbulência da água que
causa abrasão do substrato às substâncias ou materiais particulados presentes na coluna d’água
66
(Cummins1974).
As folhas coletadas nos lagos foram colonizadas rapidamente pelos detritívoros, verificados
durante a lavagem das folhas, após a retirada dos sacos de tela de náilon e nas placas contendo água
destilada esterilizada e folhas incubadas. O lago (Lago das Garças) apresentou grande quantidade de
macro e microinvertebrados fragmentando as folhas, enquanto que o Lago das Ninféias apresentou
grande quantidade de microinvertebrados, com macroinvertebrados ocorrendo em menor
quantidade.
De acordo com a classificação apresentada por Petersen & Cummins (1974) (Tabela 6), a
velocidade de decomposição pode ser avaliada pelo índice k e através do tempo necessário para
processamento de 50% do peso inicial do material submerso. No presente estudo, a decomposição
da metade do material foliar no Lago das Garças ocorreu em cerca de 50 dias de submersão,
caracterizando-se como rápida, embora mais lenta se comparada aos estudos que avaliaram a
decomposição de Myrcia rostrata Decandoli, Piper divaricatum G.Mey (Moulton & Magalhães
2003) e Tibouchina pulchra Cogn (Moreira 2002) realizados em riachos na mata atlântica. Em
ambos a decomposição da metade do material ocorreu em 30 dias ou menos, resultado
possivelmente explicado pela maior abrasão a que foram induzidas às folhas em decorrência da
maior turbulência e fluxo das águas nos riachos (Cummins, 1974).
Em trabalho realizado por Schoenlein-Crusius (1993) a decomposição de folhas de
Alchornea triplinervia ocorreram de maneira mais lenta nas duas repetições do experimento
realizados em 1988 a 1989 e 1989 a 1990 que, de acordo com a classificação, caracteriza-se como
lenta, ocorrendo processamento da metade do material foliar em oito meses e seis meses,
respectivamente.
No Lago das Ninféias, o menor valor obtido para quantidade de matéria orgânica
remanescente ocorreu com 60 dias de experimentação (quarta coleta) e após este período houve
acréscimo de peso, demonstrando, quando comparada aos valores acima citados, velocidade de
decomposição lenta. Em rios e lagos pouco produtivos a entrada de material orgânico alóctone, tem
67
grande importância como fonte de matéria orgânica dinamizando a cadeia trófica (Witkamp & Van
Der Drift 1961, Bärlocher & Kendrick 1974). Em lagos rasos colonizados por comunidades de
plantas aquáticas, a maior entrada de nutrientes para a decomposição e conseqüente ciclagem é feita
pelo material autóctone (Wetzel 1993, Esteves 1998). Uma das explicações para este resultado
visualizado no experimento do Lago das Ninféias é a presença maciça destas plantas aquáticas,
adicionada a grande entrada de material alóctone provindo dos solos e da vegetação marginal,
resultando em enorme entrada de nutrientes e possíveis acúmulos de substâncias húmicas (Wetzel
1993, Esteves 1998), que podem causar alterações nas taxas de decomposição no lago.
Os valores do coeficiente k obtidos para os dois lagos são demonstrados nas Figuras 7 e 8.
Para o Lago das Ninféias foram encontrados valores entre 0,0056 e 0,0132, sendo o maior valor
referente à primeira coleta e o menor à quinta coleta. Os valores de k para o Lago das Garças estão
entre 0,010 e 0,025, sendo pertencentes respectivamente à primeira e quinta coletas. De acordo com
os valores apresentados o processamento caracteriza-se como médio para os dois lagos.
Nas folhas de T. pulchra submersas em riachos foram encontrados valores entre 0,0031 e
0,0138 (Moreira 2002), maiores foram os resultados do estudo realizado por Moulton & Magalhães
(2003) sobre a decomposição de Myrcia rostrata Decandoli nas áreas não impactadas que
apresentaram coeficientes de decomposição k de 0,042. Entretanto, os experimentos desenvolvidos
nas áreas impactadas apresentaram valores semelhantes ao presente estudo, 0,019 e 0,017. Ambos
os estudos citados enquadram-se dentro da variação de processamento médio, quando avaliados
através do índice k, embora a avaliação pela perda de peso os classifique como processamentos
rápidos.
Em trabalho realizado por Gessner & Chauvet (1994) com objetivo de avaliar a importância
dos fungos na dinâmica de decomposição de folhas pertencentes a diferentes espécies de plantas,
foram verificadas diferentes taxas de decaimento de peso com valores de coeficiente k entre 0,0042
d
-1
e 0,0515 d
-1
e velocidade de decaimento de matéria orgânica mais lenta com 50% de matéria
orgânica remanescente após 14 semanas. Ainda em comparação aos trabalhos brasileiros, valores
68
ainda mais baixos para velocidade de decomposição de folhas foram encontrados durante
experimento realizado por Maharning & Bärlocher (1996). Neste trabalho os coeficientes k obtidos
variaram entre 0,00027 e 0,00466 e apresentaram perdas de 50% do peso das folhas após 15
semanas de submersão. Segundo os autores, a baixa velocidade de decomposição pode estar
relacionada às baixas temperaturas das águas dos riachos.
A perda de peso ocorrida nas duas primeiras coletas possivelmente está relacionada ás
primeiras etapas da decomposição descritas anteriormente (lixiviação e condicionamento
microbiano). Tanto as folhas submersas no Lago das Ninféias quanto no Lago das Garças
apresentaram elevada taxa de decomposição no primeiro período do experimento (primeira
quinzena), apresentando aproximadamente 75% de matéria orgânica remanescente.
A maioria dos trabalhos sobre velocidade de decomposição de folhas em ambientes
aquáticos e a relação existente entre a decomposição e a ocorrência de fungos foram realizados em
regiões de clima temperado, enfocando na maioria sistemas lóticos (Petersen & Cummins 1974
apud Cummins 1974, Kaushik & Hynes 1968, Bärlocher & Kendrick 1974, Gessner 1991, Baldy et
al. 1995, Sridhar & Bälocher 2000, Dangles & Chauvet 2003, Gulis & Suberkropp 2003, Spänhoff
& Gessner 2004).
Além dos trabalhos já citados, no Brasil, Esteves & Barbieri (1983) avaliaram a
decomposição de Nymphaea indica (L.) e Polygonum ferrugineum Wedd. em estudo realizado na
Represa do Lobo e verificaram maiores perdas de peso das folhas e pecíolos de N. indica. Ainda
com macrófitas, Fellerhoff et al. (2003) avaliaram a decomposição de folhas de diferentes espécies
no Pantanal matogrossense, as quais apresentaram rápida degradação, com 20 (Paspalum repens
Berg.) a 80% (Nymphaea amazonum Mart. & Zucc) de perda de peso após 10 dias de submersão e
60% a 90% após três semanas.
Segundo Olson (1963) os valores de k que deveriam ser obtidos em florestas tropicais
seriam entre 0,3 e 4,0. Estes resultados são contraditórios. Segundo Strufaldi-de-Vuono et al.
(1989), as comparações entre os coeficientes k em diversos trabalhos devem ser feitas com cautela,
69
pois diferenças metodológicas de campo e ou a abordagem matemática dos dados podem causar
diferenças nos resultados deste coeficiente.
A classificação de Petersen & Cummins (1974) foi desenvolvida para regiões de clima
temperado que possuem taxas de decomposição bem diferentes quando comparadas às regiões de
clima tropical, por conta principalmente da biodiversidade geral e comunidade decompositora.
Segundo Strufaldi-de-Vuono et al. (1989), este tipo de análise demonstra a importância da
caracterização da velocidade de decomposição pela perda de matéria orgânica ou pelo teor de
matéria orgânica remanescente ocorrida durante a decomposição, como forma de evitar erros
metodológicos na análise de resultados.
As diferenças existentes entre as taxas de decomposição das folhas nos dois lagos eram
esperadas, visto que estes apresentam diferentes graus tróficos (Bicudo et al. 2002, Fonseca 2005).
O Lago das Garças apresenta-se eutrofizado (Bicudo et al. 2002) e em conseqüência disto apresenta
maiores taxa de produção e decomposição (Esteves 1998). Aliada à adição de nutrientes está a
temperatura, fator diretamente ligado às atividades metabólicas dos organismos, que quando
elevada acelera estes processos (Bianchini Jr. 1999).
A decomposição verificada no Lago das Ninféias apresentou-se lenta, aproximando-se à
taxas de decomposição decorrentes de regiões de clima temperado (Gulis & Suberkropp 2003). Por
ser caracterizado como mesotrófico era de se esperar taxa de decomposição mais acelerada do que a
demonstrada. A explicação para tal acontecimento pode estar no acúmulo de matéria orgânica de
origem autóctone, por conta da colonização de macrófitas aquáticas, que de acordo com Bianchini
(1999) são constituídas por diversas formas de açúcares (carboidratos, hemicelulose e celulose),
proteínas, lipídios, taninos e em grande parte por lignina (10 a 30%), material de difícil degradação
que necessita ser decomposto por via aeróbia.
No presente estudo foram verificadas baixas concentrações de oxigênio dissolvido na
maioria das coletas realizadas no Lago das Ninféias, fato também observado por Biesemeyer (2005)
nas diferentes profundidades deste lago. Esta característica possivelmente resulta nas baixas taxas
70
de decomposição e no acúmulo de matéria orgânica.
Os experimentos de velocidade de decomposição das folhas submersas nos dois lagos foram
acompanhados simultaneamente e desenvolvidos com a utilização de mesmo tipo de substrato,
folhas de T. pulchra. Pode-se concluir que as diferenças nas taxas de degradação do material são
decorrentes da qualidade do ambiente a que foram expostos, ou da qualidade da água de cada
reservatório.
71
y = 97,235e
-0,1052x
R
2
= 0,8152
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100
0 1531456077
Tempo (dias)
M.O.R. (%)
M. O. R. (g) LN
Expon. (M. O. R. (g) LN)
Figura 7. Velocidade de decomposição expressa pela porcentagem da matéria orgânica
(M.O.R.) remanescente pelos dias de submersão das folhas de T. pulchra no Lago das Ninféias
(LN).
y = 170,84e
-0,3759x
R
2
= 0,8701
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
01531456077
Tempo (dias)
M.O.R. (%)
M. O. R. (%) LG
Expon. (M. O. R. (%) LG)
Figura 8. Velocidade de decomposição expressa pela porcentagem da matéria orgânica
(M.O.R.) remanescente pelos dias de submersão das folhas de T. pulchra no Lago das Garças (LG).
72
y = -0,0044Ln(x) + 0,0129
R
2
= 0,9466
0,0050
0,0060
0,0070
0,0080
0,0090
0,0100
0,0110
0,0120
0,0130
0,0140
15 31 45 60 77
Tempo (dias)
Valores de Coeficiente
k
Coeficiente k
Log. (Coeficiente k )
Figura 9. Valores dos coeficientes de decomposição k pelos dias de submersão das folhas de
T. pulchra Cogn. no Lago das Ninféias.
y = 0,0017x
2
- 0,0066x + 0,0163
R
2
= 0,959
0,008
0,010
0,012
0,014
0,016
0,018
0,020
0,022
0,024
0,026
15 31 45 60 77
Tempo (dias)
Valores de Coeficiente
k
Coeficiente k
Polinômio ( Coeficiente k )
Figura 10. Valores dos coeficientes de decomposição k pelos dias de submersão das folhas
de T. pulchra Cogn. no Lago das Garças.
73
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
123456
Tempo (dias)
M. O. R. (%)
M. O. R. - LN
M.O.R. - LG
Figura 11. Velocidade de decomposição expressa pela matéria orgânica (M.O.R.)
remanescente pelos dias de exposição, das folhas de T. pulchra Cogn. submersas nos dois lagos.
Lago das Ninféias – LN (●) e Lago das Garças – LG (■).
Tabela 6. Taxas de decomposição de seis espécies vegetais em um córrego de Michigan –
USA. Modificado de Petersen e Cummins (1974) utilizada por Magalhães (2002).
Lenta Média Rápida
- k 0,005 0,005 –
0,10
0,10 – 0,15
Tempo de processamento de 50%
do peso inicial (meses)
4.6 2.3 – 4.6 1.5 – 2.3
Tempo de processamento de 90%
do peso inicial (meses)
> 15 8.0 - 15 < 8
74
4.5. Análise de ergosterol das folhas em decomposição
Os resultados da análise do ergosterol são demonstrados pelas médias obtidas das amostras
de folhas coletadas quinzenalmente em cada lago (Figura 12 e 13). A metodologia para extração do
ergosterol foi baseada em Gessner & Chauvet (1993), Miller et al. (1998), Montogomery (2000), as
duas últimas compiladas e aperfeiçoadas por Silva (2004).
A porcentagem média de recuperação do ergosterol por esta metodologia foi de 77,43% ±
7,15%, sendo que a perda de ergosterol tende a diminuir com a repetição do fracionamento do n-
hexano uma ou duas vezes, a fim de retirar partes aderidas ao recipiente (Silva, 2004). Trabalhos
realizados concluíram que a eficiência do método de extração do ergosterol depende do tipo de
amostra a ser analisada, sendo que amostras ambientais estão sujeitas a maiores interferências, visto
que o método pode ser influenciado pela composição do substrato e a relação destes com os fungos,
além de práticas metodológicas, tais como: tipo de solvente e substâncias utilizadas na
saponificação para destruição da membrana fúngica e liberação total do ergosterol (Gessner et al.,
1991).
A metodologia mostrou-se satisfatória quando utilizada em folhas, já que os resultados
obtidos para quantificar as concentrações de ergosterol corroboram os resultados de trabalhos
realizados em regiões de clima temperado (Samiadi & Bärlocher 1996, Suberkropp 1997, Sridhar &
Bärlocher 2000, Dangles & Chauvet 2003).
As concentrações de ergosterol obtidas para o Lago das Ninféias variaram bruscamente
entre as coletas. A primeira coleta apresentou 89,738µg/g de ergosterol nas folhas, os teores de
ergosterol das folhas diminuíram bruscamente na segunda coleta apresentando valor de 31,567µg/g.
A terceira coleta de folhas demonstrou maiores valores de ergosterol 103,423µg/g, com acréscimo
de 71,856 µg/g de ergosterol nas folhas, quando comparada à segunda coleta. Novamente na quarta
coleta os valores diminuíram chegando a 32,311µg/g de ergosterol nas folhas, valor semelhante ao
encontrado para segunda coleta. Na quinta coleta os valores voltaram a subir de maneira menos
brusca, apresentando valor total de 58,748µg/g com diferença de 26,437µg/g para o valor obtido na
75
coleta anterior.
A curva dos valores de ergosterol para este lago apresentada na Figura 12, não possibilitou o
uso de linha de tendência para avaliar o valor de r
2
. As diminuições das concentrações de ergosterol
parecem, em algumas coletas, estar relacionadas com a diminuição do número de táxons de fungos
nas folhas (Figura 14). Porém esse fato não foi verificado na terceira coleta, pois apesar de possuir
valor alto de ergosterol apresentou baixo número de táxons. Na quinta coleta houve grande aumento
na diversidade de fungos com adição de 18 táxons e elevação das taxas de ergosterol. A curva de
perda de peso das folhas, ou diminuição de massa expressa pelo valor de matéria orgânica
remanescente, não apresentou relação com as concentrações de ergosterol neste lago (Figura 16),
visto que a decomposição das folhas foi baixa, chegando à estabilização e posterior ganho de massa
do material foliar.
Esta baixa velocidade de decomposição das folhas demonstra a importância dos detritívoros
como consumidores deste material, junto aos fungos e bactérias, já que neste lago foram observadas
grandes quantidades de protozoários, mas poucos macroinvertebrados agindo nas folhas. Trabalhos
realizados em rios e lagos de regiões de clima temperado apresentaram resultados satisfatórios
quanto à velocidade de decomposição de substratos foliares, quando estes são colonizados por
fungos, bactérias e detritívoros (Baldy et al. 1995, Dangles & Chauvet 2003). Segundo Cummins
(1974), a presença de outros consumidores além das bactérias e dos fungos na cadeia de detritos,
mostra-se como grande responsável por parte do fracionamento e utilização de massa foliar.
76
0
20
40
60
80
100
120
0 1ª2ª3ª4ª5ª
Coletas
Concentração de ergosterol (µg/g)
µg/g de ergosterol
Figura 12. Concentrações de ergosterol expressas em μg de ergosterol por g de folhas secas,
obtidas durante a decomposição de folhas de T. pulchra no Lago das Ninféias.
y = -9,3329x
2
+ 125,02x - 134,81
R
2
= 0,9607
-50
0
50
100
150
200
250
300
350
01ª2ª3ª4ª5ª
Coletas
Concentrações de ergosterol (µg/g
)
µg/g de ergosterol
Polinômio (µg/g de ergosterol)
Figura 13. Concentrações de ergosterol expressas em μg de ergosterol por g de folhas secas,
obtidas durante a decomposição de folhas de T. pulchra no Lago das Garças.
77
0,0
20,0
40,0
60,0
80,0
100,0
120,0
1ª 2ª 3ª 4ª 5ª
Coletas
Concentração de ergostero
(µg/g)
0
5
10
15
20
25
30
35
40
N° de fungos identificado
s
Concentrações de
ergosterol (µg/g)
Número de táxons de
fungos
Figura 14. Concentração de ergosterol expressa em μg/g (●) encontradas nas folhas durante
a decomposição e os números de táxons de fungos (♦) decompositores das folhas de T. pulchra
obtidos para cada coleta realizada no Lago das Ninféias.
0
50
100
150
200
250
300
350
1ª 2ª 3ª 4ª 5ª
Coletas
Concentração de ergostero
(µg/g)
0
5
10
15
20
25
30
N° de fungos identificado
s
Concentrações de
ergosterol (µg/g)
Número de táxons de
fungos
Figura 15. Concentração de ergosterol expressa em μg/g (■) encontradas nas folhas durante
a decomposição e os números de táxons de fungos (▲) decompositores das folhas de T. pulchra
obtidos para cada coleta realizada no Lago das Garças.
78
Moulton & Magalhães (2003) verificaram maior velocidade de decomposição das folhas
submersas, quando estas foram acondicionadas em sacos de tela de náilon com malhas de 10mm de
espessura, o que possibilitou a maior entrada de detritívoros, auxiliando na decomposição. Além
disto, verificaram nos rios impactados decomposição mais lenta do material foliar e atribuíram este
fato a menor diversidade e ocorrência dos micro e macroconsumidores, sensíveis aos níveis de
impacto. Em trabalho realizado por Malosso (1999) sobre levantamento de espécies de hifomicetos
aquáticos decompositores de folhas submersas, foi verificado, juntamente com os fungos, grande
quantidade de protozoários em pontos próximos às nascentes e em locais com altos índices de
nutrientes.
Os resultados obtidos para o Lago das Garças, com exceção à primeira coleta, mostraram-se
mais elevados e menos variáveis, quando comparados aos dados apresentados para o Lago das
Ninféias. A linha de tendência mostrou-se polinomial com r
2
= 0,9607 (Figura 13). A primeira
coleta apresentou valor de 50,816µg/g de ergosterol nas folhas, com grande alta na segunda coleta e
valor de 142,731µg/g de ergosterol. Na terceira e na quarta coletas os valores continuaram a subir,
apresentando respectivamente, 227,962µg/g e 286,39µg/g de ergosterol nas folhas. A quinta e
última coleta apresentou ligeira baixa de valor com 259,467µg/g de ergosterol nas folhas, fato
explicado pela pequena quantidade de biomassa vegetal em decomposição e conseqüente
diminuição da colonização fúngica. Segundo Baldy et al. (1995) a biomassa fúngica tende a
diminuir no final do processo de decomposição, possivelmente como conseqüência da substituição
dos fungos pelas bactérias no processo de degradação.
Observou-se maior concentração de ergosterol nas folhas coletadas no lago mais
eutrofizado, resultado que acompanha tendências já verificadas em outros trabalhos realizados em
reservatório, rios e riachos (Malosso 1999, Sridhar & Bärlocher 2000, Gulis & Suberkropp 2003).
De acordo com Sridhar & Bärlocher (2000), são verificadas maiores taxas de esporulação bem
como produção de biomassa (ergosterol) pelos fungos, quando estes são colocados junto aos
substratos foliares em meio rico em nitrogênio e fósforo, demonstrando que fontes externas de
79
nutrientes alteram fortemente o metabolismo e crescimento fúngico, acelerando a decomposição dos
substratos submersos e sua incorporação nos níveis mais altos da cadeia trófica.
Nos trabalhos realizados por Gulis & Suberkropp (2003, 2004), os autores verificaram, de
maneira semelhante ao trabalho anteriormente citado, aumento na concentração de conídios e na
produção de biomassa fúngica em meios ricos em nutrientes, com concentrações menores desses
mesmos parâmetros quando analisados em ambiente controle pobre em nutrientes. Fato semelhante
pode ter ocorrido no presente estudo, já que o Lago das Garças possui altos índices de fósforo e
nitrogênio em suas águas por conta dos aportes de esgoto (Carmo et al. 2002).
De modo contrário ao Lago das Ninféias, as concentrações de ergosterol encontradas no
Lago das Garças apresentaram correlação negativa com a decomposição do folhedo (Figura 17),
sendo as duas curvas expressas proporcionalmente inversas, demonstrando a possível ação dos
fungos durante a decomposição.
Em regiões de clima temperado, muitos são os trabalhos realizados sobre a ação dos fungos
na dinâmica de decomposição de substratos foliares submersos. Suberkropp (1997) estudou a
contribuição fúngica durante a decomposição de folhas submersas e encontrou relação significativa
entre a quantidade de esporos, biomassa (ergosterol) e folhas encontradas no ambiente aquático,
verificando decréscimo da maioria das espécies e na biomassa fúngica nas folhas durante o verão,
como conseqüência da menor quantidade de matéria orgânica disponível.
80
0
20
40
60
80
100
120
0 1531456077
Tempo (dias)
Matéria orgânica
reamanescente (%)
0
20
40
60
80
100
120
Teores de Ergosterol (µg/g
M. O. R. (%)
concentração de
ergosterol (µg/g)
Figura 16. Concentração de ergosterol expressa em μg/g (■) e os valores de matéria orgânica
remanescente (M. O. R.) (▲), expressos em porcentagem (%), obtidos durante a decomposição das
folhas de T. pulchra obtidos no Lago das Ninféias.
0
20
40
60
80
100
120
0 1531456077
Tempo (dias)
Matéria orgânic
a
remanescente (g)
0
50
100
150
200
250
300
350
Teores de ergosterol (µg/g
)
M. O. R. (%)
concentração de
ergosterol (µg/g)
Figura 17. Concentração de ergosterol expressa em μg/g (■) e os valores de matéria orgânica
remanescente (M. O. R.) (▲), expressos em porcentagem (%), obtidos durante a decomposição das
folhas de T. pulchra submersas no Lago das Garças.
81
Em trabalho realizado por Gessner & Chauvet (1994), foram verificadas elevações
crescentes nas concentrações de biomassa fúngica durante a decomposição, semelhante ao ocorrido
no Lago das Garças, embora os autores tenham verificado valores mais altos, com mínimos de
336,3µg g
-1
e máximos de 848,9µg g
-1
. Concentrações semelhantes de ergosterol, em relação ao
presente estudo, foram verificadas em trabalho realizado por Maharning & Bärlocher (1996), na
qual foram avaliadas as concentrações de ergosterol e de conídios de hifomicetos aquáticos durante
decomposição de quatro diferentes espécies de plantas. Os autores obtiveram valor máximo de
67µg g
-1
de ergosterol nas folhas, dado atribuído às baixas temperaturas das águas (3,3ºC) ocorridas
durante o experimento. Estudo realizado sobre decomposição de macrófitas aquáticas também
apresentou valores altos de ergosterol nas folhas e nos pecíolos, com máximos de 368µg.g
1
e
mínimos de 203 µg.g
-1
(Kuehn et al. 1999).
Apenas dois trabalhos sobre quantificação de ergosterol em folhas em decomposição foram
realizados no Brasil, Malosso (1999) e Schoenlein-Crusius et al.(dados não publicados). O primeiro
avaliou a ocorrência de hifomicetos aquáticos e teores de ergosterol em folhas submersas em
diversos pontos de dois ambientes aquáticos impactados, sendo um lótico e um lêntico. Segundo a
autora, a maior ocorrência destes fungos foi registrada no ambiente lótico, enquanto que os maiores
teores de ergosterol foram encontrados no ambiente lêntico (6137,4μg.g
-
1) e concluiu que as
relações existentes entre os teores de ergosterol, tipo de substrato, disponibilidade de nutrientes e
condições ambientais, necessitam ainda ser esclarecidas.
Schoenlein-Crusius et al. (dados não publicados) realizaram trabalho sobre a diversidade e
concentração de ergosterol em folhedo submerso em diferentes pontos de um mesmo riacho
localizado na mata atlântica e, de maneira semelhante, verificaram correlação negativa da
diversidade de fungos com a concentração de ergosterol no folhedo, com valores mínimos de 18,3
μg g
-1
e máximos de 251,7μg g
-1
de ergosterol nas folhas. A grande diferença encontrada entre os
dados do trabalho apresentado por Malosso (1999) e do presente estudo possivelmente ocorre em
conseqüência das diferentes metodologias utilizadas para extração do ergosterol, já que no trabalho
82
realizado por Schoenlein-Crusius et al. (dados não publicados) utilizou-se a mesma metodologia e
não foram verificados dados discrepantes.
Os dados observados mais nitidamente no Lago das Garças e de maneira semelhante por
Malosso (1999) e Schoenlein-Crusius (dados não publicados), referente à existência de relação
inversa entre as concentrações de ergosterol e os números de táxons de fungos observados,
contradizem resultados obtidos por trabalhos realizados em regiões de clima temperado, nos quais,
o incremento na quantidade de ergosterol mostrou-se relacionado ao aumento de crescimento e
esporulação dos táxons de hifomicetos aquáticos, bem como ao aumento no número de espécies
(Sridhar & Bärlocher 2000, Gulis & Suberkropp 2003, 2004).
Apesar de possuir diversidade fúngica mais baixa, o Lago das Garças apresentou maior
concentração de ergosterol na maioria das coletas realizadas, dado que demonstra a grande
colonização do substrato por estes microrganismos. Em trabalhos realizados sobre a diversidade de
fungos em corpos d’água poluídos, tanto em regiões de clima temperado, como em regiões de clima
tropical, os resultados demonstraram que a maioria dos fungos, inclusive os fungos zoospóricos,
possuem resistência a poluentes, mesmo metais pesados (Krauss et al. 2003, Pires-Zottarelli 1999).
A ocorrência dos fungos zoospóricos nas folhas foi densa. Durante todas as coletas foram
verificadas nas superfícies das folhas incubadas em água grande volume de micélio pertencente a
espécies deste grupo. De acordo com Newell (1992), os microrganismos pertencentes a este grupo
são conhecidos por não apresentar ergosterol como constituinte celular, mas trabalhos mais recentes
demonstram o inverso. Trigos et al. (2005) verificaram a presença deste metabólito sendo
sintetizado por Phytophtora drechsleri, fungo zoospórico conhecido como fitopatógeno,
demonstrando que possivelmente estes microrganismos podem auxiliar no aumento das
concentrações de ergosterol em substratos em decomposição.
Além dos fungos zoospóricos, se em grande quantidade, certas espécies de microalgas,
cianobactérias e protozoários podem contribuir para o aumento dos teores de ergosterol em
substratos submersos, fato que pode ter causado pequena superestimação das concentrações de
83
ergosterol encontradas no Lago das Garças (Peeler 1989, Newell 1992, Disch et al. 1998).
Além da concentração de ergosterol encontrada em substratos foliares estar relacionada com
a concentração de nutrientes do meio aquático, é também influenciada pela composição química do
substrato, como concentrações iniciais de lignina e de nutrientes disponíveis nas folhas, temperatura
do meio aquático e estágios fisiológicos dos fungos (Gessner 1997).
Outros trabalhos demonstraram que a síntese e distribuição deste metabólito nas células
fúngicas variam com os estágios de crescimento ou idade fisiológica das diferentes espécies de
fungos, que pode gerar diferentes concentrações deste metabólito, visto que, culturas em estágio de
idade avançada podem apresentar baixas concentrações deste constituinte de membrana, ou ainda,
espécies em estágios iniciais de crescimento podem apresentar altas taxas de ergosterol enquanto
que outras podem desenvolver o pico de produção deste em fase estacionária (Behalová et al. 1994,
Barajas-Aceves et al. 2002, Silva 2004).
A análise do ergosterol vem sendo utilizada por muitos autores para quantificar a biomassa
fúngica em amostras ambientais, tanto em solo (Montgomery et al. 2000, Barajas-Aceves et al.
2002, Silva 2004) quanto em material foliar em ambientes aquáticos continentais e marinhos
(Newell 1992, Suberkropp & Weyers 1996, Samiaji & Bärlocher 1996, Spänhoff & Gessner 2004).
Diferentes metodologias foram desenvolvidas, desde avaliação do volume de micélio através
de microscopia, estimando-se o biovolume fúngico, a análises de moléculas específicas destes
microrganismos. A glicosamina, um monômero de quitina e presente na parede celular dos fungos,
com exceção de algumas leveduras e dos Oomycetes, é uma dessas moléculas muito utilizada para
avaliar a biomassa fúngica. Apesar disto, a glicosamina pode superestimar valores de biomassa
fúngica em análises ambientais, já que não é totalmente específica aos fungos, ocorrendo em
bactérias e invertebrados, ambos participantes da cadeia de detritos. A glicosamina demora a ser
decomposta, assim durante análise pode-se medir biomassa fúngica morta e viva, superestimando o
valor real de fungos ativos na decomposição do substrato (Newell 1992).
Outras técnicas podem também ser utilizadas, como quantificação de antígenos fúngicos,
84
receptores de enzimas, indução a respiração durante a decomposição, entre outras (Newell 1992).
Para trabalhos realizados em ambientes aquáticos de regiões de clima temperado pode-se
utilizar um fator de correção responsável por “transformar” os valores das concentrações de
ergosterol à biomassa fúngica (Gessner & Chauvet 1993). Para obtenção deste fator foram
realizados levantamentos sobre a diversidade de espécies de fungos responsáveis pela
decomposição de substratos foliares submersos, sendo destas selecionadas as mais comuns,
purificadas e analisadas quanto aos teores totais de ergosterol. Segundo os autores foram utilizados
diferentes meios de cultura e nestes foram avaliadas as taxas de crescimento fúngico junto à
produção de ergosterol, chegando a uma média de 5,5mg.g
-1
de massa seca ou o 182 (fator de
correção), que deve ser multiplicado ao valor de ergosterol obtido através da quantificação deste
metabólito.
A maior dificuldade na utilização deste fator decorre das espécies avaliadas, sendo estas
pertencentes ao grupo dos hifomicetos aquáticos, mais comuns na decomposição de serrapilheira
em ecossistemas aquáticos de região de clima temperado (Gessner & Chauvet 1993). De modo que
impossibilita o uso em outras localidades, dadas às diferenças da micota decompositora.
Em resumo, a metodologia para extração de ergosterol se aplicou bem às folhas em
decomposição, principalmente quando são avaliados os dados obtidos para o Lago das Garças
(ambiente mais poluído), demonstrando correlação existente entre a decomposição das folhas e a
quantidade deste metabólito. Apesar disto, esta metodologia deve ser utilizada com cautela quanto à
quantificação de biomassa fúngica, isto pois os valores obtidos de amostras ambientais podem não
expressar os valores reais deste dado, sendo passíveis de interferências. Pode-se concluir que a
quantificação dos teores de ergosterol em substratos submersos pode ser utilizada como um
parâmetro quantitativo junto a outras metodologias qualitativas para avaliação da colonização
fúngica.
85
4.6. Análise integrada dos dados abióticos e bióticos
A avaliação conjunta das principais tendências de variação de quatro variáveis limnológicas
abióticas e de três bióticas (ergosterol, matéria orgânica remanescente de folhas e ocorrência de
fungos) em experimentos de sucessão fúngica em folhas em decomposição, conduzidos durante 77
dias em dois reservatórios, foi feita mediante análise multivariada de componentes principais
(ACP). Com base no modelo de linha quebrada, a análise extraiu dois eixos interpretáveis que
resumiram 79% da variabilidade dos dados (Figura 16 e Tabela 7).
Grande parte da variação foi explicada pelo eixo 1 (57%), no qual houve a separação das
unidades amostrais provenientes do Lago das Garças (direita do eixo) e do Lago das Ninféias
(esquerda do eixo). As variáveis que mais pesaram na ordenação neste eixo foram, pela ordem,
oxigênio dissolvido (r = 0,97), condutividade (r = 0,86), pH (r = 0,79), ergosterol (r = 0,76),
temperatura (r = 0,71) e a ocorrência de fungos (r = - 0,69). As unidades amostrais provenientes do
Lago das Ninféias, com exceção a pertencente à terceira coleta, estiveram associadas aos maiores
valores de diversidade de fungos, variável altamente correlacionada a este eixo (Tabela 7).
No eixo 2, as unidades amostrais foram ordenadas pela variabilidade temporal (dias de
coleta e tempo de decomposição do material), de forma que a primeira coleta do Lago das Garças
esteve associada aos maiores valores de matéria orgânica remanescente (M.O.R.) e de pH, cujas
variáveis foram altamente correlacionadas com este eixo (Tabela 7), conseqüentemente mais
associadas aos menores valores de ergosterol. Em contraposição, as amostras coletadas no último
dia, em ambos os sistemas, posicionaram-se do lado negativo do eixo, associando-se aos menores
valores de pH e matéria orgânica remanescente.
Em síntese, pode-se afirmar que a maior variabilidade foi dada pela escala espacial (tipo de
reservatório), de forma que no ambiente hipereutrófico (Lago das Garças) ocorreram os maiores
teores de ergosterol, oxigênio dissolvido, condutividade, pH, temperatura, menores números de
táxons de fungos e menores valores de matéria orgânica remanescente, contrapondo ao sistema
mesotrófico (Lago das Ninféias). A segunda maior fonte de variabilidade foi dada pela escala
86
temporal (decomposição do material foliar) de forma que os estádios iniciais apresentaram os
maiores valores de matéria orgânica remanescente, principalmente no sistema degradado. Desta
forma, pode-se considerar que houve maior heterogeneidade temporal no Lago das Garças, visto
que as unidades amostrais do Lago das Ninféias ordenaram-se de forma mais agrupada no eixo 2.
Os valores encontrados para as concentrações de ergosterol, diversidade fúngica e
velocidade de decomposição das folhas também demonstraram nítida relação com o estado trófico
dos reservatórios, estando os maiores valores de ergosterol relacionados ao ambiente mais
eutrofizado, assim como, às menores quantidades de matéria orgânica. De acordo com Gulis &
Suberkropp (2003), a decomposição de matéria orgânica pelos fungos está diretamente relacionada
e é influenciada pelas concentrações de nutrientes disponíveis e maiores valores de temperatura na
coluna d’água, sendo acelerada quando estes são elevados. Experimentos realizados tanto no campo
quanto em laboratório em regiões de clima temperado demonstraram que a elevação na
concentração de nutrientes, principalmente fósforo e nitrogênio, aumentam a produtividade e
esporulação de hifomicetos aquáticos causando aumento da taxa de decomposição de matéria
orgânica submersa (Suberkropp & Chauvet 1995, Gessner et al. 1997, Sridhar & Bärlochaer 2000,
Gratan & Suberkropp 2001, Suberkropp 2001, Gulis & Suberkropp 2003).
O Lago das Garças, apesar de possuir menor número de táxons geral de fungos, apresentou
maior número de fungos aquáticos. De acordo com Cooke & Matsuura (1969) os fungos, no geral,
são muito plásticos quanto a sua capacidade de resposta aos mais variados tipos de ambientes.
De modo contrário, o número de táxons de fungos ocorreu de forma mais expressiva no
ambiente mesotrófico, mostrando-se sempre mais alta em todas as coletas realizadas. O Lago das
Ninféias apresentou padrão alterado de decomposição, fato visível durante o decaimento de peso
das folhas de Tibouchina pulchra. Uma possível explicação para isto reside na flora existente no
lago, macrófitas aquáticas, responsável por colonizar grande área do ecossistema. De acordo com
Bianchini Jr. (1999), as macrófitas aquáticas contribuem com grande quantidade de matéria
87
orgânica, em muitos casos, alterando a dinâmica de distribuição do oxigênio dissolvido e
conseqüentemente todo metabolismo do lago, inclusive a cadeia de detritos.
Segundo Fonseca (2005), além dos estados tróficos dos reservatórios, outros fatores podem
estar atuando na determinação das espécies fitoplanctônicas presentes nos dois lagos citados, sendo
que no Lago das Ninféias a elevada quantidade de macrófitas aquáticas parece interferir diretamente
nos táxons presentes. De maneira semelhante, podem ocorrer alterações nas espécies de fungos
decompositores de substratos foliares. O maior número de táxons encontrado neste lago não
significa elevada atividade decompositora, visto que os resultados anteriormente apresentados sobre
a velocidade de decomposição e concentrações de ergosterol não apresentaram tendência nítida,
como no Lago das Garças.
Segundo Gessner et al. (1997), a decomposição e a concentração de densidade de
colonização fúngica em substratos orgânicos submersos dependem de fatores internos e externos
aos substratos, responsáveis por controlar a atividade microbiana. Assim, as diferenças nas taxas de
decomposição, concentrações de ergosterol e diversidade de fungos no presente trabalho
demonstram estar relacionadas às diferenças encontradas nas águas dos reservatórios.
Em resumo conclui-se que, apesar de mais poluído, o Lago das Garças demonstrou rápida
taxa de decomposição, mesmo apresentando menores números de táxons de fungos, resultado
justificado pelos elevados teores de ergosterol obtidos das folhas. De modo contrário, o Lago das
Ninféias, embora com maior número de táxons de fungos apresentou decomposição lenta e sucessão
fúngica diferenciada, possivelmente em decorrência do elevado acúmulo de matéria orgânica de
origem vegetal e menores concentrações de oxigênio.
88
Nfe1
Gfe1
Nfe2
Gfe2
Nma3
Gma3
Nma4
Gma4
Nab5
Gab5
Temp
Cond
OD
pH
Ergost
M. O. R.
Fungos
-3
-3
-1 1 3
-1
1
3
Eixo 1 (57%)
Eixo 2 (22%)
Grupos
Lago das Ninféias
Lago das Garças
Figura 16. Ordenação pela ACP das unidades amostrais dos lagos das Garças (G) e das Ninféias (N)
durante experimento de sucessão fúngica e decomposição foliar, com duração de 77 dias. Os
números indicam a seqüência das coletas quinzenais. Vetores conforme Tabela 3.
Tabela 7. Correlações das variáveis abióticas e bióticas com os componentes principais 1 e 2. Em
negrito: correlações mais elevadas.
Componentes principais
Variáveis
1 2
Temperatura (Temp)
0,714
-0,118
Condutividade (Cond)
0,863
0,188
Oxigênio dissolvido (OD)
0,966
0,181
pH
0,786 0,528
Ergosterol (Ergost)
0,757 -0,601
Matéria Orgânica Remanescente (MOR) -0,389
0,883
Ocorrência de Fungos (Fungos)
-0,685
-0,190
Autovalor observado 4,000 2,593
Autovalor da linha de quebra 1,538 1,593
Variação explicada
57 % 22 %
89
5. Conclusões
• A avaliação da diversidade da micota revelou maior número de táxons de fungos nas folhas
submersas no Lago das Ninféias, caracterizado como mesotrófico, com predomínio dos fungos
de origem terrestre durante a decomposição das folhas nos dois reservatórios, seguidos pelos
fungos zoospóricos e pelos hifomicetos aquáticos;
• Dentre os geofungos, os fungos anamórfos foram predominantes seguidos pelos ascomicetos,
zigomicetos e basidiomicetos;
• Os gêneros Penicillium, Trichoderma, e Fusarium predominaram durante a decomposição das
folhas nos dois reservatórios e apresentaram o maior número de espécies;
• Dentre os fungos zoospóricos, o gênero Pythium ocorreu em todas as coletas nos dois
reservatórios;
• Foi verificada a ocorrência de sucessão fúngica durante a decomposição das folhas de T.
pulchra nos dois reservatórios, embora em padrão mais lento no Lago das Ninféias;
• Nos dois lagos foi verificado o estabelecimento da comunidade pioneira composta por fungos
autóctones e nativos com predomínio dos geofungos até etapas intermediárias e finais da
decomposição das folhas submersas, fato que demonstra possível resistência destes às mudanças
de ambiente;
• A micota obtida, tanto para o Lago das Garças, quanto para o Lago das Ninféias, apresentou
composição distinta ao longo do processo de decomposição, sendo que as modificações mais
bruscas foram verificadas no Lago das Garças;
• A metodologia de quantificação do ergosterol apresentou boa resposta como parâmetro para
estimativa de colonização fúngica do substrato, sendo necessário o melhor desenvolvimento da
metodologia para a utilização como índice de biomassa fúngica;
• A quantificação do ergosterol das folhas apresentou padrões distintos para os dois lagos, no lago
das Garças seguiu a tendência de aumento de concentração através do tempo de submersão,
mostrando-se inversamente proporcional ao decaimento de matéria orgânica;
90
• Para o Lago das Ninféias não se pode concluir a que estão relacionadas as concentrações de
ergosterol, já que esta não apresentou relação visível com o decaimento de matéria orgânica e
com o número de táxons de fungos;
• As folhas submersas no Lago das Garças apresentaram maior velocidade de decomposição,
sendo classificada de média a rápida, enquanto que o Lago das Ninféias apresentou velocidade
de decomposição lenta, com estabilização e posterior ganho de massa pelas folhas;
• Os estados tróficos dos reservatórios possivelmente influenciaram a sucessão fúngica,
velocidade de decomposição e concentrações de ergosterol nas folhas submersas;
• O ambiente eutrofizado (Lago das Garças) apresentou padrões mais homogêneos nas amostras,
sendo verificada relação existente entre a velocidade de decomposição das folhas e suas
concentrações de ergosterol;
• O Lago das Ninféias não apresentou padrão de relação entre os parâmetros analisados, o que
demonstra influência externa do ecossistema sobre a decomposição do substrato, possivelmente
em função do acúmulo de matéria orgânica remanescente autóctone;
91
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