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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE VETERINÁRIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
Comparação de enxerto ósseo cortical autógeno e implante
ósseo cortical alógeno liofilizado, congelado a -70ºC ou
conservado no mel na substituição de segmento diafisário do
fêmur de gatos domésticos
Márcio Poletto Ferreira
Porto Alegre
2008
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Livros Grátis
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ii
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE VETERINÁRIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
Comparação de enxerto ósseo cortical autógeno e implante
ósseo cortical alógeno liofilizado, congelado a -70ºC ou
conservado no mel na substituição de segmento diafisário do
fêmur de gatos domésticos
Autor: Márcio Poletto Ferreira
Dissertação apresentada como requisito parcial para
obtenção do grau de mestre em Ciências Veterinárias na
área de Morfologia, Cirurgia e Patologia Animal.
Orientador: Prof. Dr. Antônio de Pádua Ferreira da
Silva Filho
Co-orientador: Prof. Dr. Marcelo Meller Alievi
Porto Alegre
2008
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iii
Dissertação desenvolvida no
Setor de Cirurgia
Experimental da Faculdade de
Veterinária da Universidade Federal do
Rio Grande do Sul
iv
Autor: Márcio Poletto Ferreira
Título: COMPARAÇÃO DE ENXERTO ÓSSEO CORTICAL AUTÓGENO E
IMPLANTE ÓSSEO CORTICAL ALÓGENO LIOFILIZADO, CONGELADO A
-70ºC OU CONSERVADO NO MEL NA SUBSTITUIÇÃO DE SEGMENTO
DIAFISÁRIO DO FÊMUR DE GATOS DOMÉSTICOS
Aprovada em 31 MAR de 2008.
APROVADO POR:
____________________________________________________
Prof. Dr. Antônio de Pádua Ferreira da Silva Filho
Orientador e Presidente da Comissão
_____________________________________________________
Prof. Dr. Cássio Ricardo Auada Ferrigno
Membro da Comissão
_____________________________________________________
Prof. Dr. João Eduardo Wallau Schossler
Membro da Comissão
_____________________________________________________
Prof. Dr. Carlos Afonso de Castro Beck
Membro da Comissão
v
DEDICATÓRIA
Aos meus pais José Sérgio Ferreira (in
memorian) e Leny Maria Poletto
Ferreira, por todo carinho, apoio e
compreensão. Sempre me incentivaram a
aprender e estudar cada vez mais.
À minha família, Vitório (irmão),
Adriana (cunhada), Guilherme e Carolina
(sobrinhos), pelo companheirismo e
confiança que vocês me passam.
À minha namorada Fernanda pela
motivação, ajuda e compreensão
despendidas durante estes três anos.
vi
AGRADECIMENTOS
Ao meu pai, José Sérgio Ferreira (in memorian), e minha mãe, Leny Maria
Poletto Ferreira, pela formação, educação e ajuda que sempre me deram.
Ao meu irmão, à minha cunhada, ao meu sobrinho e minha sobrinha pelo
apoio nas horas difíceis e companhia nas horas de descontração.
À minha namorada Fernanda Silveira Nóbrega pela ajuda nas cirurgias e
exames radiográficos, por me incentivar e me confortar em todos os momentos. Eu te
amo muito.
Aos meus sogros Paulo Roberto Ferreira Nóbrega e Sandra Verônica Silveira
Nóbrega pelo carinho.
Ao amigo e orientador, Prof. Dr. Antônio de Pádua Ferreira da Silva Filho por
me oportunizar o mestrado, sempre me incentivando desde os tempos de monitoria nas
disciplinas de técnica cirúrgica e medicina de cães e gatos.
Ao amigo, mestre e co-orientador Prof. Dr. Marcelo Meller Alievi pelos
ensinamentos, paciência e ajuda durante a graduação, residência e mestrado, sempre
disposto a ajudar e orientar durante as cirurgias ortopédicas. Não foram poucas às vezes
em que me socorreu.
Ao amigo Prof. Dr. Carlos Afonso de Castro Beck pela convivência amiga
durante a residência e o mestrado, sempre incentivando o aprendizado e oportunizando
novos conhecimentos na área de videocirurgia.
Ao amigo e colega de disciplina Prof. Rafael Stédile, por inúmeras discussões
filosóficas a respeito de Medicina Veterinária e pela ajuda na realização do projeto.
Aos alunos de graduação e estagiários do projeto Isis dos Santos Dal-Bó,
Paula Cristina Sieczkowski Gonzalez, José Pedro Abatti Vianna Rocha, Giovana Rosa
da Costa, Luciana Machado pela ajuda nos procedimentos cirúrgicos, pós-operatório,
exames radiográficos, limpeza e alimentação das gatas, sem vocês seria impossível
realizar o projeto.
À amiga e mestranda Simone Scherer pela dedicação nas anestesias do projeto.
Ao Hospital de Clínicas Veterinárias da UFRGS por permitir a realização dos
procedimentos cirúrgicos e exames radiográficos.
vii
Aos funcionários, técnicos, residentes e estagiários do Hospital de Clínicas
Veterinárias da Faculdade de Veterinária da UFRGS, em especial a funcionária Gisele
Machado pela ajuda na esterilização dos materiais.
Aos amigos e colegas de mestrado Juliana Voll, Prof. Rafael Rodrigues
Ferreira, Prof. Cristiano Gomes, Prof. Alan Gomes Pöppl e Daniel Sia pela convivência
amiga durante estes anos e em congressos.
Ao amigo Dr. César Dias Freire, sempre disposto a me abrigar em São Paulo.
Ao Setor de Diagnóstico por Imagem do Hospital de Clínicas Veterinárias da
UFRGS, em especial ao Jorge Mesquita.
Ao Laboratório de Bacteriologia do Departamento de Microbiologia do
Instituto de Ciências Básicas da Saúde da UFRGS, em especial à Prof.ª Dra. Marisa da
Costa e à aluna de grduação Bianca Svierk.
Ao Laboratório de Análises Clínicas Veterinárias da UFRGS (LacVet), em
especial à Prof. Simone Tostes e a Luciana de Almeida Lacerda.
Ao Setor de Patologia Veterinária da UFRGS em especial ao Prof. Dr. David
Driemeier e ao Saulo Petinatti Pavarini.
Ao Laboratório de Virologia, em especial ao Prof. Dr. Claudio Wageck Canal.
Ao Banco de Ossos do Hospital de Clínicas de Porto Alegre em especial ao
Prof. Dr. Carlos Roberto Galia.
Ao Centro de Controle de Zoonoses de Porto Alegre, pela disponibilização dos
animais para o projeto.
Ao Conselho Nacional de Pesquisa e Desenvolvimento (CNPq), pelo apoio na
realização deste projeto.
Aos animais, por doarem a vida para a realização deste trabalho e no meu
aprendizado em Medicina Veterinária.
viii
RESUMO
Os felinos domésticos há muito tempo são utilizados como animais de companhia,
tornando freqüentes os atendimentos veterinários a esta espécie. As afecções
ortopédicas em gatos ocupam papel de destaque na rotina do traumatologista
veterinário, que pode deparar-se com fraturas cominutivas de ossos longos, neoplasias
ósseas, não-uniões ou uniões-viciosas de fraturas. Uma das opções para o tratamento
dessas afecções é a utilização de enxerto ou implante ósseo. O objetivo deste trabalho
foi avaliar implantes ósseos corticais alógenos conservados em mel, congelados a -70°C
ou liofilizados na substituição de segmento diafisário do fêmur de felinos domésticos.
Foi confeccionada uma falha óssea de três centímetros na região diáfisária do fêmur de
24 felinos adultos. Em seis felinos (grupo controle), a falha foi preenchida com o
próprio osso removido após a retirada do periósteo, endósteo e medula óssea, e em
outros 18 animais, foi preenchida com implantes ósseos corticais alógenos conservados
em mel (seis animais), congelado (seis animais) e liofilizado (seis animais). Os animais
foram avaliados clínica, radiográfica e histologicamente até completarem 180 dias de
pós-operatório. A porcentagem de incorporação foi de 91,6% no grupo controle, com
tempo médio necessário para consolidação de 83,1 dias; no grupo mel foi de 75%, com
tempo médio de 105 dias; no grupo congelado foi de 83,3% com tempo médio de 78
dias e no grupo liofilizado foi de 25%, com tempo médio de 120 dias. Foi encontrada
diferença estatisticamente significativa entre as porcentagens de consolidação do grupo
liofilizado em relação aos grupos congelado e controle. Não houve diferença estatística
entre os grupos com relação ao tempo de consolidação. Foi identificada a bactéria
Brevibacterium spp. em um dos implantes conservados no mel. Foi possível concluir
que os implantes ósseos autógenos e os conservados no mel e a -70°C foram eficazes no
preenchimento de defeito cortical em fêmur de felinos adultos, enquanto que os
implantes liofilizados necessitam de maior avaliação da resistência e imunogenicidade
para tornarem-se uma opção viável em felinos.
Palavras-chave: liofilizado, mel, congelado, felino, placa e parafusos, ortopedia.
ix
ABSTRACT
Cats with orthopedic conditions are a prominent part of the clinical work of veterinary
traumatologists. Conditions such as comminuted fractures of the long bones, bone
cancers and non-unions or unions that repeatedly fracture are often difficult to repair
surgically and may require the use of bone grafts or implants for successful treatment.
This study evaluated cortical bone allografts preserved in honey, frozen at -70°C or
lyophilized for correcting 3 cm long bone defects created in the diaphysis of the right
femur of adult domestic cats (n=24). In the control group (n=6), the defect was
repaired using the autologous bone following removal of the periosteum, endosteum
and bone marrow. In the remaining animals (n=6/group), the defect was repaired with
cortical bone allografts preserved in honey, frozen or lyophilized. Success of implant
incorporation and length of time for consolidation were assessed through clinical,
radiographic and histological evaluations performed up to 180 days after surgery. In
the control, frozen, honey and lyophylized groups, respectively, success of implant
incorporation was 91.6%, 83.3%, 75%, and 25%, with corresponding mean length of
time for consolidation of 83.1, 78, 105 and 120 days. Consolidation percentage in the
lyophilized group was significantly lower than in the frozen and control groups. Length
of time for consolidation was not different between the groups. Brevibacterium spp. was
isolated from one of the implants preserved in honey. In conclusion, bone grafts
preserved in honey or frozen at -70°C were effective for repairing cortical defects in the
femurs of adult cats as compared to autologous bone. Lyophilized implants require
more evaluation of resistance and immunogenicity before they can be considered a
viable option for bone repair in cats.
Key-words: lyophilized, honey, frozen, feline, plate and screws, orthopedy.
x
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Representação esquemática dos locais de osteotomia, produzindo
defeito ósseo de três centímetros e um implante para conservação
com três centímetros........................................................................... 52
Figura 2 - Placa DCP 2,7 mm com 10 furos e os oito parafusos corticais
utilizados para fixação de implante cortical em diáfise femoral de
gato doméstico.................................................................................... 54
Figura 3 - A) Membro pélvico direito de gato doméstico após colocação dos
campos cirúrgicos; B) Diáfise femoral de gato doméstico localizada
após acesso lateral.............................................................................. 55
Figura 4 - A) Osteotomia em diáfise de fêmur em gato doméstico utilizando
serra oscilatória; B) Diáfise femoral de gato doméstico com as duas
osteotomias quase finalizadas............................................................. 55
Figura 5 - A) Diáfise femoral de gato doméstico após remoção de um
segmento com aproximadamente três centímetros; B) Segmento
ósseo removido da diáfise femoral de gato doméstico....................... 56
Figura 6 - A) Implante ósseo cortical estabilizado à placa DCP com pinça de
Verbrugger; B) Implante ósseo cortical estabilizado ao leito
receptor em fêmur de gato doméstico................................................. 56
Figura 7 - A) Implante ósseo fixado à placa por dois parafusos corticais e
estabilizado no leito receptor; B) Implante ósseo cortical fixado ao
leito receptor em fêmur felino por placa DCP e oito parafusos
corticais............................................................................................... 56
Figura 8 - A) Fáscia lata de gato doméstico aproximada com pontos de Sultan
e fio sintético absorvível poliglactina 910 3-0; B) Sutura de pele em
MPD de gato doméstico com pontos isolados simples e fio
mononáilon 3-0................................................................................... 57
Figura 9 - Representação esquemática dos locais de secção óssea transversal
para posterior análise histopatológica nas colorações de
Hematoxilina e Eosina e Tricômio de Masson................................... 62
Figura 10 - Representação esquemática do local de secção óssea longitudinal
para posterior análise histopatológica nas colorações de
Hematoxilina e Eosina e Tricômio de Masson................................... 63
Figura 11 - Representação gráfica do tempo cirúrgico médio e desvio padrão
dos procedimentos de implantação óssea cortical homóloga ou
alógena em fêmur de gatos domésticos dos grupos controle, mel,
congelado e liofilizado, bem como o tempo médio da cirurgia e
desvio padrão de todos os grupos....................................................... 67
xi
Figura 12 - A) Imagem da placa e parafusos na implantação óssea cortical do
gato doméstico número 18 evidenciando a ausência de um parafuso
no fragmento receptor distal (seta azul). B) Implante ósseo cortical
alógeno utilizado na gata 13, onde é possível identificar a falta de
uma porção com 0,5 cm. C) Implante ósseo cortical alógeno
conservado em frezzer a -70°C, após reidratação. D) Implante
ósseo cortical autógeno imediatamente antes da implantação. E)
Implante ósseo cortical alógeno liofilizado, após reidratação. F)
Implante ósseo cortical alógeno conservado em mel, após
reidratação. G) Implante ósseo cortical alógeno fixado ao leito
receptor por placa DCP e oito parafusos corticais colocados na face
crânio-lateral do fêmur gato doméstico..............................................
68
Figura 13 - Representação gráfica do grau de deambulação dos gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
autógeno até 180 dias de pós-operatório............................................ 70
Figura 14 - Representação gráfica do grau de deambulação dos gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em mel até 180 dias de pós-operatório.............. 70
Figura 15 - Representação gráfica do grau de deambulação dos gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em congelador a -70°C até 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 71
Figura 16 - Representação gráfica do grau de deambulação dos gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno liofilizado até 180 dias de pós-operatório............................. 71
Figura 17 - Imagem radiográfica nas projeções crânio-caudal e médio-lateral
da implantação óssea cortical homóloga nos gatos domésticos
submetidos à eutanásia do grupo controle (GCG1 e GCG4) com
180 dias de pós-operatório sem placa e parafusos, evidenciando o
local de não-união (seta azul). A) crânio-caudal gata um; B) médio-
lateral gata um; C) crânio-caudal gata quatro; D) médio-lateral gata
quatro.................................................................................................. 73
Figura 18 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical autógena do gato doméstico número um do grupo
controle em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 74
Figura 19 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical autógena do gato doméstico número dois do grupo
controle em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 74
xii
Figura 20 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical autógena do gato doméstico número três do grupo
controle em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................
75
Figura 21 -
Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical autógena do gato doméstico número quatro do grupo
controle em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................
75
Figura 22 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical autógena do gato doméstico número cinco do grupo
controle em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 76
Figura 23 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical autógena do gato doméstico número oito do grupo
controle em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 76
Figura 24 - Representação gráfica do grau de reação periosteal identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
autógeno.............................................................................................. 77
Figura 25 - Representação gráfica do grau de remodelamento identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
autógeno.............................................................................................. 77
Figura 26 - Representação gráfica do grau de reabsorção identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
autógeno.............................................................................................. 77
Figura 27 - Representação gráfica do tempo de incorporação identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
autógeno.............................................................................................. 78
Figura 28 - Imagem radiográfica nas projeções crânio-caudal e médio-lateral
da implantação óssea cortical alógena nos gatos domésticos
submetidos à eutanásia do grupo mel (GMG16 e GMG19) com 180
dias de PO sem placa e parafusos. A) crânio-caudal gata 16; B)
médio-lateral gata 16; C) crânio-caudal gata 19; D) médio-lateral
gata 19................................................................................................. 79
xiii
Figura 29 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 11 do grupo mel
em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório
imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-
operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................
80
Figura 30 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 13 do grupo mel
em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório
imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-
operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 80
Figura 31 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 15 do grupo mel
em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório
imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-
operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 81
Figura 32 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 16 do grupo mel
em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório
imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-
operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 81
Figura 33 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 17 do grupo mel
em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório
imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-
operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 82
Figura 34 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 19 do grupo mel
em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório
imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-
operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 82
Figura 35 - Representação gráfica do grau de reação periosteal identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em mel............................................................... 83
Figura 36 - Representação gráfica do grau de remodelamento identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em mel............................................................... 83
xiv
Figura 37 - Representação gráfica do grau de reabsorção identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em mel............................................................... 83
Figura 38 - Representação gráfica do tempo de incorporação identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em mel............................................................... 84
Figura 39 - Imagem radiográfica nas projeções crânio-caudal e médio-lateral
da implantação óssea cortical alógena nos gatos domésticos
submetidos à eutanásia do grupo congelado (GCOG1 e GCOG4)
com 180 dias de pós-operatório sem placa e parafusos
evidenciando não-união (seta azul). A) crânio-caudal gata sete; B)
médio-lateral gata sete; C) crânio-caudal gata 14; D) médio-lateral
gata 14................................................................................................. 85
Figura 40 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número seis do grupo
congelado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................
86
Figura 41 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número sete do grupo
congelado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 86
Figura 42 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número nove do grupo
congelado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 87
Figura 43 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 10 do grupo
congelado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 87
Figura 44 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 14 do grupo
congelado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 88
xv
Figura 45 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 20 do grupo
congelado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................
88
Figura 46 - Representação gráfica do grau de reação periosteal identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em congelador a -70ºC....................................... 89
Figura 47 - Representação gráfica do grau de remodelamento identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em congelador a -70°C...................................... 89
Figura 48 - Representação gráfica do grau de reabsorção identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em congelador a -70°C......................................
89
Figura 49 - Representação gráfica do tempo de incorporação identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno conservado em congelador a -70ºC....................................... 90
Figura 50 - Imagem radiográfica nas projeções crânio-caudal e médio-lateral
da implantação óssea cortical alógena nos gatos domésticos
submetidos à eutanásia do grupo liofilizado (GLG21 e GLG24)
com 180 dias de pós-operatório sem placa e parafusos. A) crânio-
caudal gata 21; B) médio-lateral gata 21; C) crânio-caudal gata 24;
D) médio-lateral gata 24..................................................................... 91
Figura 51 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 21 do grupo
liofilizado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 93
Figura 52 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 22 do grupo
liofilizado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 93
Figura 53 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 23 do grupo
liofilizado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 94
xvi
Figura 54 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 24 do grupo
liofilizado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................
94
Figura 55 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 25 do grupo
liofilizado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 95
Figura 56 - Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação
óssea cortical alógena do gato doméstico número 26 do grupo
liofilizado em diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-
operatório imediato; B) 30 dias de pós-operatório; C) 60 dias de
pós-operatório; D) 90 dias de pós-operatório; E) 120 dias de pós-
operatório; F) 150 dias de pós-operatório; G) 180 dias de pós-
operatório............................................................................................ 95
Figura 57 - Representação gráfica do grau de reação periosteal identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno liofilizado.............................................................................. 96
Figura 58 - Representação gráfica do grau de remodelamento identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno liofilizado.............................................................................. 96
Figura 59 - Representação gráfica do grau de reabsorção identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno liofilizado.............................................................................. 96
Figura 60 - Representação gráfica do tempo de incorporação identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos
domésticos submetidos à implantação de segmento ósseo cortical
alógeno liofilizado.............................................................................. 97
Figura 61 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador
imparcial através do escore para avaliação radiográfica proposto
por Ehrhart et al. (2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou
implantes ósseos corticais alógenos em diáfise femoral de felinos
domésticos no item incorporação/união do implante na interface
proximal.............................................................................................. 99
Figura 62 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador
imparcial através do escore para avaliação radiográfica proposto
por Ehrhart et al. (2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou
implantes ósseos corticais alógenos em diáfise femoral de gatos
domésticos no item incorporação/união do implante na interface
distal.................................................................................................... 99
xvii
Figura 63 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador
imparcial através do escore para avaliação radiográfica proposto
por Ehrhart et al. (2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou
implantes ósseos corticais alógenos em diáfise femoral de gatos
domésticos no item qualidade óssea do implante...............................
100
Figura 64 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador
imparcial através do escore para avaliação radiográfica proposto
por Ehrhart et al. (2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou
implantes ósseos corticais alógenos em diáfise femoral de gatos
domésticos no item qualidade do osso receptor.................................
100
Figura 65 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador
imparcial através do escore para avaliação radiográfica proposto
por Ehrhart et al. (2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou
implantes ósseos corticais alógenos em diáfise femoral de gatos
domésticos no item aspecto da fixação da placa e parafusos.............
101
Figura 66 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador
imparcial através do escore para avaliação radiográfica proposto
por Ehrhart et al. (2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou
implantes ósseos corticais alógenos em diáfise femoral de gatos
domésticos no item impressão global da consolidação......................
101
Figura 67 - Imagem do fêmur dos gatos domésticos submetidos à eutanásia
após implantação óssea cortical autógena ou alógena dos grupos
controle (GCG1 e GCG4) e mel (GMG16 e GMG19),
respectivamente. Com 180 dias de pós-operatório e após remoção
de grande parte dos tecidos moles e da placa com os parafusos. A)
cranial gata um; B) lateral gata um; C) cranial gata quatro; D)
lateral gata quatro; E) cranial gata 16; F) lateral gata 16; G) cranial
gata 19; H) lateral gata 19...................................................................
106
Figura 68 - Imagem do fêmur dos gatos domésticos submetidos à eutanásia
após implantação óssea cortical alógena dos grupos congelado
(GCOG7 e GCOG14) e liofilizado (GLG21 e GLG24). Com 180
dias de pós-operatório e após remoção de grande parte dos tecidos
moles e da placa com os parafusos. A) cranial gata sete; B) lateral
gata sete; C) cranial gata 14; D) lateral gata 14; E) cranial gata 21;
F) lateral gata 21; G) cranial gata 24; H) lateral gata 24....................
106
Figura 69 - Avaliação histológica da implantação óssea cortical autógena na
diáfise femoral de gatos domésticos após 180 dias de pós-
operatório. A) Fotomicrografia da gata um, interface distal, com
coloração de Tricômio de Masson, revelando área de transição
entre o enxerto e o osso receptor. B) Fotomicrografia da gata um,
interface proximal, com coloração de Hematoxilina e Eosina,
revelando presença de fibrose com ativação do periósteo..................
109
Figura 70 - Avaliação histológica da implantação na diáfise femoral felina de
segmento ósseo conservado em mel após 180 dias de pós-
operatório. A) Fotomicrografia da gata 19, interface proximal, com
coloração de Hematoxilina e Eosina, revelando área de união entre
o implante ósseo e o osso receptor, em fase de remodelamento. B)
Fotomicrografia da gata 16, interface distal, com coloração de
Tricômio de Masson evidenciando a área de transição entre o
implante ósseo e o osso receptor, com presença de cartilagem..........
109
xviii
Figura 71 - Avaliação histológica da implantação na diáfise femoral felina de
segmento ósseo conservado em frezzer a -70°C após 180 dias de
pós-operatório. A) Fotomicrografia da gata 14, interface distal, com
coloração de Tricômio de Masson, revelando substituição do tecido
ósseo por tecido fibroso e cartilaginoso B) Fotomicrografia da gata
14, interface proximal, com coloração de Hematoxilina e Eosina
evidenciando áreas com focos de cartilagem e periósteo ativado......
110
Figura 72 - Avaliação histológica da implantação na diáfise femoral felina de
segmento ósseo liofilizado após 180 dias de pós-operatório. A)
Fotomicrografia da gata 24, interface proximal, com coloração de
Hematoxilina e Eosina, revelando extensa área de fibrose associado
a processo inflamatório purulento. B) Fotomicrografia da gata 21,
interface proximal, com coloração de Tricômio de Masson
evidenciando área com tecido ósseo implantado morto (área
avermelhada), associado à fibrose e cartilagem, sem reação
inflamatória.........................................................................................
110
xix
LISTA DE QUADROS
Quadro 1 - Distribuição dos animais de acordo com o número, grupo e peso
corporal (kg) imediatamente antes da cirurgia e grupo ao qual
pertenciam............................................................................................... 49
xx
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Escore para avaliação radiográfica proposto por Ehrhart et al. (2005)
e adaptado para avaliação de enxertos ou implantes ósseos corticais
alógenos em diáfise femoral de gatos domésticos................................. 60
Tabela 2 - Características clínicas dos cinco graus utilizados para apreciar o uso
do membro de gatos submetidos à substituição de segmento ósseo
diafisário do fêmur por implante ósseo cortical autógeno ou alógeno,
baseadas na tabela de características clínicas de recuperação proposta
por Tudury e Raiser (1985)................................................................... 61
Tabela 3 - Média e desvio padrão do comprimento do fêmur e do implante nos
gatos dos grupos controle, mel, congelado, liofilizado e de todos os
grupos, bem como a porcentagem e desvio padrão entre eles. Valores
obtidos no exame radiográfico do pós-operatório imediato na
projeção médio-lateral........................................................................... 72
Tabela 4 - Valores médios das variáveis: tempos de cirurgia, porcentagem:
comprimento do fêmur/comprimento do implante, porcentagem dos
implantes com consolidação..................................................................
102
xxi
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
AINE - Antiinflamatório não esterioidal
BMP -
Bone Morphogenetic Protein
°C - Graus centígrados
cm - Centímetros
CIM - Concentração inibitória mínima
DCP -
Dynamic compression plate
FAVET - Faculdade de Veterinária
GC - Grupo controle
GCG1 - Grupo controle gata um
GCG4 - Grupo controle gata quatro
GCO - Grupo congelado
GCOG7 - Grupo congelado gata sete
GCOG14 - Grupo congelado gata 14
GL - Grupo liofilizado
GLG21 - Grupo liofilizado gata 21
GLG24 - Grupo liofilizado gata 24
GM - Grupo mel
GMG16 - Grupo mel gata 16
GMG19 - Grupo mel gata 19
Gr - Grupo
Gy - Gray
HE - Hematoxilina e Eosina
HIV -
Human immunodeficiency virus
IM - Intramuscular
IV - Intravenoso
Kg - Quilogramas
Kv - Quilovoltagem
m
2
- Metros quadrados
mA - Miliamperagem
ml - Mililitros
xxii
mm - Milímetros
MPA - Medicação pré-anestésica
MPD - Membro pélvico direito
OE - Óxido de etileno
pH - Potencial hidrogeniônico
PMO - Proteínas morfogenéticas ósseas
PO - Pós-operatório
Pts - Pontos
PVPI - Polivinilpirrolidona-iodo
RS - Rio Grande do Sul
SC - Subcutâneo
TM - Tricômio de Masson
UFRGS - Universidadde Federal do Rio Grande do Sul
xxiii
SUMÁRIO
1
INTRODUÇÃO............................................................................................... 25
2
OBJETIVOS.................................................................................................... 27
2.1
Objetivo geral.................................................................................................. 27
2.2
Objetivos específicos....................................................................................... 27
3
REVISÃO BIBLIOGRÁFICA...................................................................... 28
3.1
Aspectos históricos.......................................................................................... 28
3.2
Classificação.................................................................................................... 28
3.3
Função dos enxertos ou implantes ósseos..................................................... 30
3.4
Indicações e contra-indicações....................................................................... 30
3.5
Obtenção e preparação do implante............................................................. 31
3.6
Substitutos ósseos............................................................................................ 32
3.7
Implante ósseo congelado............................................................................... 33
3.8
Implante ósseo liofilizado............................................................................... 34
3.9
Implante ósseo conservado no mel................................................................ 36
3.10
Outras formas de conservação....................................................................... 39
3.11
Métodos de fixação do implante.................................................................... 39
3.12
Incorporação e rejeição.................................................................................. 41
3.13
Métodos de avaliação dos resultados............................................................. 43
3.14
Complicações................................................................................................... 45
4
MATERIAL E MÉTODOS........................................................................... 47
4.1
Elaboração do banco de ossos........................................................................ 47
4.2
Animais experimentais................................................................................... 48
4.3
Grupos.............................................................................................................. 48
4.3.1 Grupo controle.................................................................................................. 49
4.3.2 Grupo mel......................................................................................................... 49
4.3.3 Grupo congelado............................................................................................... 50
4.3.4 Grupo liofilizado............................................................................................... 50
4.4
Procedimento pré-operatório......................................................................... 50
4.5
Procedimento anestésico................................................................................. 50
4.6
Procedimento cirúrgico.................................................................................. 51
4.7
Controle microbiológico................................................................................. 57
4.7.1 Amostras de mel............................................................................................... 57
xxiv
4.7.2 Análise dos implantes....................................................................................... 58
4.8
Cuidados no pós-operatório........................................................................... 58
4.9
Avaliação radiográfica.................................................................................... 59
4.10
Avaliação deambulatória................................................................................ 61
4.11
Avaliação macroscópica................................................................................. 61
4.12
Avaliação histológica...................................................................................... 63
4.13
Análise estatística............................................................................................ 63
5
RESULTADOS............................................................................................... 65
5.1
Procedimento anestésico................................................................................. 65
5.2
Procedimento cirúrgico.................................................................................. 65
5.3
Avaliação clínica.............................................................................................. 68
5.4
Avaliação deambulatória................................................................................ 69
5.5
Avaliação radiográfica.................................................................................... 72
5.5.1 Grupo controle................................................................................................. 72
5.5.2 Grupo mel......................................................................................................... 78
5.5.3 Grupo congelado............................................................................................... 84
5.5.4 Grupo liofilizado............................................................................................... 90
5.5.5 Avaliação da pontuação radiográfica................................................................ 97
5.6
Análise estatística............................................................................................ 102
5.7
Avaliação macroscópica................................................................................. 103
5.7.1 Grupo controle................................................................................................. 103
5.7.2 Grupo mel......................................................................................................... 103
5.7.3 Grupo congelado............................................................................................... 104
5.7.4 Grupo liofilizado............................................................................................... 104
5.8
Avaliação histológica...................................................................................... 107
5.8.1 Grupo controle................................................................................................. 107
5.8.2 Grupo mel......................................................................................................... 107
5.8.3 Grupo congelado............................................................................................... 107
5.8.4 Grupo liofilizado............................................................................................... 108
5.9
Avaliação bacteriológica................................................................................. 108
6
DISCUSSÃO.................................................................................................... 111
7
CONCLUSÕES............................................................................................... 126
REFERÊNCIAS.............................................................................................. 127
25
1 INTRODUÇÃO
Enxertos ou implantes ósseos são amplamente utilizados em Medicina Humana.
De acordo com Academia Americana de Cirurgiões Ortopédicos mais de 500.000
operações envolveram algum tipo de enxerto ósseo no ano de 2002, sendo este o tecido
mais comumente transplantado (MAXERAS et al., 2002).
Os gatos domésticos há muito tempo são utilizados como animais de companhia
e, nos últimos anos, são cada vez mais freqüentes os atendimentos veterinários a esta
espécie. As afecções ortopédicas em gatos ocupam papel de destaque na rotina de um
Hospital ou Clínica Veterinária. Em felinos, os traumas envolvendo o membro pélvico
são muito mais freqüentes do que aqueles que envolvem o membro torácico (SCOTT;
McLAUGHLIN, 2007). Sendo assim, não é raro o traumatologista veterinário deparar-
se com fraturas cominutivas de ossos longos, neoplasias ósseas, não-uniões ou uniões-
viciosas de fraturas. Uma das principais opções para o tratamento dessas afecções é a
substituição de um segmento ou o preenchimento de uma falha óssea utilizando enxerto
ou implante. Biologicamente, a melhor fonte para a obtenção desse material seria o
próprio animal, ou seja, a utilização do enxerto autógeno. Porém, esta manobra muitas
vezes acaba sendo preterida, pois aumenta a morbidade, a dor, os tempos cirúrgico e
anestésico e, principalmente, não fornece volume suficiente para a reconstrução
adequada de grande falha óssea, especialmente em animais de pequeno porte como
gatos domésticos, onde a coleta de enxerto autógeno pode ser problemática (DOREA et
al., 2005).
Sendo assim, outras fontes de material ósseo têm sido buscadas. A principal
delas refere-se aos ossos obtidos de animais da mesma espécie, ou seja, os implantes
alógenos. Apesar de imunologicamente inferiores aos enxertos autógenos
(GOLDBERG; STEVENSON, 1987), eles têm sido amplamente utilizados e resultados
bastante satisfatórios têm sido obtidos (COSTA, 1996, ALIEVI, 2006). Uma grande
vantagem é a possibilidade de formação de um banco de ossos, o que elimina a
dificuldade de se encontrar um doador disponível e apropriado para o fornecimento
emergencial de aloenxertos, além de um único doador poder fornecer vários segmentos
ósseos (KERWIN et al., 1991). Segundo Dorea et al. (2005), implantes ósseos alógenos
são uma alternativa para preenchimento de falhas em ossos de gatos domésticos, porém,
a eficácia deste tipo de implante ósseo ainda não foi avaliada adequadamente nesta
espécie.
26
Os gatos também apresentam osteologia mais semelhante à humana quando
comparada com espécies como coelhos e cães. Por esse motivo a espécie felina tem sido
utilizada como modelo experimental para estudos de consolidação e incorporação óssea,
em Medicina Humana (NATHER, 2005).
Diversos métodos e meios de conservação desses implantes têm sido utilizados,
entre eles temos o congelamento (NATHER, 2001), a liofilização (GALIA, 2004), a
glicerina (COSTA, 1996), o óxido de etileno (JOHNSON et al., 1987) e o mel (ALIEVI,
2006). O congelamento e a liofilização alcançam sucesso na preservação e na
incorporação do enxerto, porém requerem equipamentos sofisticados e de alto custo, o
que dificulta a utilização destes métodos em muitos hospitais e clínicas. A glicerina
possui baixo custo, porém, não preserva as propriedades biomecânicas. A esterilização
pelo óxido de etileno, apesar de eliminar a contaminação do osso conservado, altera
suas propriedades biomecânicas e predispõe o mesmo a falhas. Outra opção seria a
conservação óssea em mel, já que este é um material de fácil obtenção, baixo custo, não
necessitando de equipamento especializado para sua obtenção e possuindo propriedades
antimicrobianas tanto in-vitro como in-vivo. Alguns experimentos têm sido conduzidos
para avaliá-lo como meio de conservação de tecidos. Segmentos ósseos têm sido
implantados com resultados satisfatórios em cães (AMENDOLA, 2001, ALIEVI, 2006),
entretanto, a utilização de implantes ósseos corticais conservados em mel não foi
avaliada em gatos domésticos, espécie altamente prevalente na clínica veterinária. Além
disso, faz-se necessária a comparação desta forma de conservação com métodos
mundialmente consagrados, como o congelamento e a liofilização.
27
2 OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
Comparar enxerto ósseo cortical autógeno e implantes ósseos corticais alógenos
conservados em mel, congelados a -70°C ou liofilizados na substituição de segmento
diafisário do fêmur de gatos domésticos.
2.2 Objetivos específicos
y Mensurar o tempo e a taxa de incorporação do enxerto cortical autógeno e
dos implantes corticais alógenos.
y Avaliar o mel como método de conservação de implantes ósseos corticais
alógenos.
y Avaliar o congelamento a -70°C como método de conservação de implantes
ósseos corticais alógenos.
y Avaliar a liofilização como método de conservação de implantes ósseos
corticais alógenos.
y Observar o grau de claudicação após substituição de segmento ósseo
diáfisário do fêmur de gatos domésticos por enxerto ósseo cortical autógeno
ou implantes ósseos corticais alógenos conservados em mel, congelado a -
70°C ou liofilizados.
28
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1 Aspectos históricos
O primeiro registro da utilização de transplante ósseo data de 1668, no qual
descreve-se a utilização de um enxerto ósseo xenógeno transplantado de um crânio
canino para o crânio de um soldado russo, cirurgia esta feita pelo cirurgião holandês Job
Van Meekeren obtendo completa integração do enxerto (WEIGEL, 1993). A igreja
considerou este um procedimento não cristão, excomungando o soldado que, isolado da
sociedade, solicitou a remoção do enxerto ao cirurgião. Devido ao tempo decorrido da
cirurgia e a completa integração do enxerto, este não pode ser removido com sucesso
(GODWIN, 2000). O primeiro cirurgião a publicar o uso de enxerto ósseo proveniente
de um cadáver na ressecção de um sarcoma foi Josef Horak em 1914, que destacou que
o doador deveria ser recém morto e sem afecções infecciosas (JULIÁN; VALENTÍ,
2006).
Em Medicina Veterinária, os precursores na utilização de enxertia óssea foram
Wadsworth e Henry que, em 1976, publicaram estudo onde descrevem a utilização de
aloenxerto ósseo cortical em dois felinos. No primeiro foi utilizado enxerto ósseo
cortical alógeno a fresco e autógeno nos fêmures esquerdo e direito respectivamente,
fixados com placa e parafusos, sendo este um estudo experimental. No segundo caso foi
implantado enxerto ósseo congelado, com quatro centímetros, em uma falha óssea
provocada por fratura cominutiva de fêmur. Nos dois casos foi obtida consolidação
óssea satisfatória.
3.2 Classificação
Enxerto ou implante é o tecido ósseo sem vascularização, transplantado para
outra região no mesmo indivíduo ou entre indivíduos diferentes, com a finalidade de
reconstruir perdas do esqueleto causadas por traumas, infecções ou ressecção de
tumores (GOLDBERG; STEVENSON, 1987). O termo enxerto se refere àqueles
tecidos ósseos ou não que, quando são transplantados, ainda apresentam células viáveis.
Já o termo implante pode ser usado para tecido ósseo sem células viáveis (implante
29
biológico) ou metal, cerâmica, etc (implantes não biológicos), utilizados no tratamento
de afecções em indivíduos vivos (STEVENSON, 1998a).
No que se refere a origem, os enxertos ou implantes podem ser classificados em
autógeno quando o osso é transplantado de uma área para outra no mesmo indivíduo
(WEIGEL, 1993) sendo este tipo de enxerto rapidamente incorporado ao receptor
(MARTINEZ; WALKER, 1999). Os implantes alógenos são aqueles provenientes de
outro indivíduo da mesma espécie, porém geneticamente diferente (PIERMATEI; FLO,
1999), sendo normalmente estes implantes submetidos à algum método de conservação
antes da implantação (JOHNSON, 2007). Os implantes xenógenos são aqueles
transplantados entre indivíduos de espécies diferentes, onde a distância genética e o
potencial para rejeição são maiores (WEIGEL, 1993). Há ainda os isógenos (doador e
receptor são indivíduos diferentes, mas geneticamente idênticos), no entanto este último
é utilizado apenas experimentalmente (MILLIS; MARTINEZ, 2003). Os
enxertos/implantes autógenos e alógenos têm sido amplamente utilizados na prática
cirúrgica, enquanto que os xenógenos são menos empregados por apresentarem resposta
antigênica exarcebada (ARO; AHO, 1993).
Dentro da gama de opções de substitutos ósseos destacam-se ainda as proteínas
morfogenéticas ósseas (PMO). As PMO pertencem a uma superfamília de proteínas
denominadas de fatores beta de indução de crescimento, sendo responsáveis pela
regulação de diversos processos biológicos incluindo crescimento celular, diferenciação
e formação embrionária e mostram-se importantes reguladoras na formação e
regeneração do tecido esquelético. Possuem também, grande atividade osteogênica
(REDDI; CUNNINGHAM, 1993).
Os enxertos/implantes ósseos também podem ser classificados quanto a sua
composição. Enxerto esponjoso é composto principalmente por osso trabecular,
normalmente coletado da metáfise de ossos longos; enxerto córtico-esponjoso é
formado por osso trabecular e cortical; cortical é o enxerto ou implante normalmente
coletado da diáfise de ossos longos e podem ser utilizados a fresco ou conservados,
sendo estes três os mais comumente utilizados (SINIBALDI, 2001). Os implantes
osteocondrais são compostos por osso subcondral e cartilagem articular, enquanto que
os de medula óssea são compostos por células mesenquimais indiferenciadas (MILLIS;
MARTINEZ, 2003).
30
3.3 Função dos enxertos ou implantes ósseos
As principais funções dos implantes ósseos corticais são a osteogênese e o
suporte mecânico (STEVENSON, 1998b). Nos enxertos ósseos autógenos esponjosos
ocorre transferência de osteócitos, osteoblastos e outras células viáveis, e dessa forma a
osteogênese ocorre de forma mais rápida e intensa. Nos enxertos corticais autógenos e
alógenos, a maior parte do enxerto necrosa devido a interrupção da vascularização,
ocorrendo consolidação óssea através de osteocondução (BURCHARDT, 1983).
Osteocondução é o processo onde o material implantado oferece uma armação
para a migração dos osteoclastos, osteoblastos e vascularização sendo que, quando se
utiliza implantes corticais alógenos, esse processo pode perdurar por anos
(GOLDBERG et al., 1991). Durante este período, o osso implantado vai sendo
substituído por novo osso proveniente do receptor e é muito importante que, tanto o
implante ósseo como o método de estabilização, suportem as cargas compressivas
provenientes da movimentação normal do paciente. Quando se utilizam enxertos ósseos
mineralizados, como os implantes ossos corticais, também ocorre indução da
proliferação condroblástica responsável pela produção de matriz ativa que
posteriormente se mineraliza, isto é chamado de osteoindução (NEWMAN-GAGE,
2001).
Para Fitch et al. (1997), implantes ósseos corticais alógenos podem ser
osteocondutivos, osteoindutivos e, em alguns casos, promovem suporte mecânico.
3.4 Indicações e contra-indicações
Fraturas cominutivas de ossos longos, neoplasias ósseas, não-uniões e uniões
viciosas são afecções comuns na rotina de clínicas e hospitais veterinários e ocorrem
tanto em cães como em gatos. Dentre as opções para o tratamento destas afecções
ortopédicas, destaca-se o uso de enxertos ou implantes ósseos, como forma de
substituição de um segmento ou preenchimento de uma falha óssea (BLOOMBERG et
al., 1984, MORELLO et al., 2001, ALIEVI, 2006).
Os implantes ósseos alógenos, conservados de diversas formas, são uma das
opções para o tratamento destas afecções, sendo amplamente utilizados e com
resultados satisfatórios (PINTO JÚNIOR, 1995, MORELLO et al., 2001). Esta opção de
implante apresenta vantagens quando comparado com enxertos autógenos como por
31
exemplo, diminuição da morbidade, da dor, do tempo cirúrgico e do gasto com
anestésicos (MILLIS; MARTINEZ, 2003). Este tipo de implante também pode ser
utilizado para aumentar ou melhorar a congruência articular, como na displasia
coxofemoral tratada com acetabuloplastia extracapsular (FERREIRA, 2003;
FERREIRA, 2007).
Kerwin et al. (1991) enfatizaram que os implantes ósseos corticais alógenos são
utilizados com mais freqüência em defeitos corticais grandes na diáfise de ossos longos,
sendo em veterinária a principal indicação o tratamento de fraturas cominutivas
diafisárias. Já LaRue et al. (1989) e Sinibaldi (1989) acreditam que implantes ósseos
corticais alógenos também podem ser utilizados em alongamento ósseo, tratamento de
mal-união e não-união de fraturas e no salvamento de membros com tumores ósseos.
As contra-indicações da utilização de implantes ósseos corticais alógenos são
fraturas expostas, áreas com infecção presente e situações em que a fixação interna
rígida não pode ser aplicada ao implante e ao osso hospedeiro (MILLIS; MARTINEZ,
2007).
3.5 Obtenção e preparação do implante
Segundo normas da Associação Americana de Bancos de Tecidos, a seleção dos
doadores de enxerto ósseo deve excluir aqueles que apresentarem doenças infecto-
contagiosas, metastáticas, ou qualquer evidência de doença sistêmica ou localizada.
Também devem ser excluídas, vítimas de morte por envenenamento, grandes
queimaduras ou que tenham ingerido drogas ou substâncias tóxicas (FEOFILOFF;
JESUS-GARCIA, 1996).
A coleta deve ser feita seguindo normas rigorosas de assepsia. A anti-sepsia
pode ser com solução alcoólica de timerosal (1:1000) (PINTO JÚNIOR et al., 1995) ou
solução de PVPI degermante e tópica, no máximo até duas horas após a morte do
paciente doador (FEOFILOFF; JESUS-GARCIA, 1996). Após a coleta, todos os tecidos
moles devem ser retirados (esqueletização), incluindo inserções capsulares e
ligamentares, para, então sim, o enxerto ser submetido a testes microbiológicos (PINTO
JÚNIOR et al. 1995; FEOFILOFF; JESUS-GARCIA, 1996).
Segundo Henry Jr. e Wadsworth (1981a) o doador ideal deve ser jovem, porém
com o esqueleto maduro e livre de afecções. A remoção dos enxertos pode ser feita com
o animal em plano profundo de anestesia ou imediatamente após a eutanásia. Apesar de
32
Alexander (1983) afirmar ser desnecessário a formação de um banco de ossos em
Medicina Veterinária, baseando-se na facilidade e baixo custo de obtenção e na
diversidade do tamanho de cães, Kerwin et al. (1991) acharam importante a formação
de um banco de ossos, pois este forneceria implantes ósseos para situações de
emergência e um único doador poderia beneficiar um número grande de indivíduos.
Johnson (1988) também considera necessária a manutenção de um banco de ossos, pois
dessa forma se evita o sacrifício de um doador a cada procedimento cirúrgico e não se
perde a diminuição da antigenicidade que os processos de conservação promovem.
3.6 Substitutos ósseos
O tecido ósseo é constituído basicamente por uma matriz orgânica de colágeno
tipo I, contendo proteoglicanas de baixo peso molecular. Proteínas não colágenas
correspondem a 25% do peso ósseo, a parte mineral representa 65%, constituída em sua
maioria por hidroxiapatita e ainda há 10% de água na sua composição (OLIVEIRA et
al., 1999).
Através da implantação intramuscular de matriz óssea bovina desmineralizada
em coelhos e ratos, foi observada a formação de osso ectópico. Isso gerou a pesquisa de
substâncias capazes de induzir diferenciação celular, sendo encontrado que proteínas de
baixo peso molecular extraídas de matriz óssea desmineralizada possuem grande
atividade osteogênica, sendo denominadas proteínas morfogenéticas ósseas (PMO)
(NOGAMI; URIST, 1974 e REDDI; CUNNINGHAM, 1993). Ferrigno et al. (2003)
utilizaram com sucesso placa e parafusos em associação com BMP (bone
morphogenetic protein) no tratamento de fraturas de rádio, ulna e úmero em tamanduá
gigante (Myrmecophaga tridactyla).
Segundo Maxeras et al. (2002), os substitutos ósseos podem ser materiais
naturais ou sintéticos, de origem animal ou humana. O substituto ósseo ideal é
biocompatível, bioabsorvível, tem propriedades osteoindutivas e osteocondutivas, e
apresenta estrutura similar àquela que vai ser substituída, sendo facilmente implantado e
com custo baixo (Delloye et al., 1985).
A matriz óssea desmineralizada é o osso onde foi removida a parte mineral,
permanecendo as proteínas não-colágenas, os fatores de crescimento ósseo e o
colágeno. Não proporciona sustentação biomecânica, mas apresenta atividade
osteoindutora, podendo ser utilizada como uma alternativa ao enxerto autólogo em
33
fraturas cominutivas, defeitos ósseos, não-união ou união retardada de fraturas
(MILLIS; MARTINEZ, 2007).
Dorea et al. (2005) utilizaram com sucesso cerâmica bioativa (bioglass) no
preenchimento de falhas ósseas com quatro milímetros de diâmetro em diáfise femoral
de felinos, sendo esse implante sintétito constituído por sais de cálcio, fosfato e dióxido
de silício.
3.7 Implante ósseo congelado
Em 1912, Albee já usava a refrigeração como método de conservação de
implantes ósseos, desde então muitos estudos foram desenvolvidos para se chegar ao
método e temperatura ideais de congelamento. A temperatura de -70°C é a considerada
ideal, visto que em temperaturas mais elevadas enzimas líticas permanecem ativas
destruindo as propriedades osteoindutoras (PAPPAS, 1968). Fitch et al. (1997),
recomendaram a utilização de conservação a frio nas temperaturas de -20°C por um
período máximo de seis meses e -40°C quando for conservado por cinco anos ou mais,
mas descreveram a temperatura de -70°C como a preferida para conservação de enxerto
ósseo. Roe et al. (1988) utilizaram a temperatura de -15°C à -30°C para conservação de
implantes em freezer convencional, Kerwin et al. (1991) conservaram em freezer
especial à -80°C e Friedlaender et al. (1976) em gás criogênico à -150°C.
Kerwin et al. (1991) recomendaram que sejam feitas tricotomia e rígida anti-
sepsia no doador quando a forma de conservação for congelamento, também se devem
seguir todos os princípios de assepsia cirúrgica durante a coleta, isto porque alguns
agentes infecciosos podem resistir a baixas temperaturas, sendo recomendado teste
microbiológico dos ossos coletados. Durante a coleta devem ser removidos os tecidos
moles, periósteo e medula óssea (KERWIN et al., 1991).
Henry Jr. e Wadsworth (1981a) utilizaram implantes ósseos alógenos coletados
de animais jovens sob rígidos princípios de assepsia, que foram conservados em
refrigerador doméstico com temperatura oscilando entre -15°C e -20°C por um período
que variou de dois dias a um ano. Estes implantes foram utilizados no tratamento de
fraturas cominutivas de fêmur, úmero e tíbia em 11 cães e 10 gatos. Nove de 10 felinos
apresentaram incorporação do implante enquanto que apenas quatro de 11 cães
obtiveram o mesmo sucesso. Fratura do implante, seqüestro ósseo, não-união, infecção
e fixação inadequada foram as complicações observadas neste estudo. Os autores
34
também consideraram esta forma de conservação fácil e barata, não atribuindo o
fracasso da técnica em cães ao método de conservação do implante.
A temperatura de -70°C foi utilizada por Dueland et al. (1989) para conservação
de implantes ósseos corticais alógenos aplicados como tratamento de oito fraturas
cominutivas em cães, cinco animais tiveram resultados considerados bons ou excelentes
e um dos cães foi submetido à amputação do membro devido a osteomielite irresponsiva
ao tratamento. Os implantes correspondiam, em média, a 40% da extensão total do osso
e para sua fixação aos fragmentos da fratura, foram utilizadas placas ósseas
compressivas e parafusos.
As vantagens da utilização do congelamento para preservação de implantes
ósseos são: facilidade de armazenamento, resposta antigênica diminuída,
armazenamento por períodos longos e preservação das propriedades biomecânicas do
osso. Como desvantagens temos a necessidade de encontrar um doador adequado para
as coletas e as despesas com assepsia (KERWIN et al., 1991). Nunamaker e
Rhinelaender (1985) afirmam que implantes congelados à -70ºC podem ser utilizados
por até dois anos após a coleta.
3.8 Implante ósseo liofilizado
O osso liofilizado é utilizado em medicina humana há mais de 50 anos
(CRENSHAW, 1991), mas em medicina veterinária são escassos os trabalhos utilizando
esta técnica de conservação, talvez pela necessidade de equipamento específico e de alto
custo para a liofilização. Esta técnica consiste na retirada de umidade do osso
previamente desengordurado (ZASACKI, 1991). Esta água é removida do osso após
este ser congelado, por sublimação, ou seja, a água passa diretamente do estado sólido
ao estado de vapor (LUCHESE; DECHECHI, 2003).
Esta é uma forma de processamento e armazenamento de tecido ósseo que
permite a utilização de ossos, tendões e fáscias, pois promove uma intensa diminuição
da antigenicidade dos tecidos, sendo capaz de fornecer material biocompatível e estéril
que pode ser conservado em temperatura ambiente (NOGAMI; URIST, 1974 e
KAKIUCHI, 1996).
No processo de liofilização o osso passa pelas seguintes etapas após ser
coletado: 1) lavado em água filtrada; 2) centrifugado; 3) desengordurado em uma
mistura de clorofórmio e metanol; 4) centrifugado novamente; 5) aerado em contato
35
direto com o ambiente; 6) lavado novamente; 7) centrifugado novamente; 8) liofilizado
a frio (-40°C) durante sete dias (VAJARADUL, 1996). As vantagens desse processo de
conservação incluem: diminuição da antigenicidade do aloenxerto (ZASACKI, 1991;
GALIA et al., 2005), praticidade do armazenamento, durabilidade e mínima alteração
bioquímica (CRENSHAW, 1991; GALIA et al., 2005). Brown e Cruess (1982) e
Nunamaker e Rhinelaender (1985) consideraram que enxertos obtidos dessa forma
podem ser estocados em temperatura ambiente por tempo indeterminado.
Silva et al. (2000) primeiro congelaram o osso a -70°C, previamente
desmineralizado, e só então o implante ósseo foi colocado no liofilizador a -35°C
retirando até 95% da água, enquanto que Burchardt et al. (1978) realizaram a
liofilização através de congelamento a -70°C e posterior exposição do osso ao vácuo até
que a umidade residual fosse de 5%. Neste mesmo estudo foi verificado que a
liofilização não inibe o processo de reparo quando utilizam-se implantes ósseos
alógenos em cães porém, a liofilização não protegeu os implantes do processo de
rejeição.
Galia et al. (2005) observaram em um estudo com implantes ósseos homólogos e
heterólogos conservados com congelamento profundo e liofilização, que este método
pode tornar-se uma alternativa na correção de defeitos ósseos. O experimento foi
realizado em ratos e mostrou que a utilização de implante heterólogo liofilizado é mais
uma alternativa ao uso de enxerto autólogo, muitas vezes de difícil obtenção. Gomes et
al. (2007) descrevem a utilização com sucesso do osso bovino esponjoso liofilizado no
preenchimento de fístulas oronasais de cães, destacando a facilidade de moldar este
implante e o adequado preenchimento da falha aos 120 dias de pós-operatório.
Como desvantagem na utilização desta forma de conservação Schena et al.
(1984) citaram o elevado custo do equipamento e o longo tempo para processamento do
tecido ósseo, não sendo isso observado com outras técnicas de conservação de tecidos
como o mel (ALIEVI et al., 2007 e AMENDOLA, 2007).
Com relação às propriedades biomecânicas dos ossos liofilizados, Itoman e
Nakamura (1991) encontraram que, após 16 semanas de implantação, o osso liofilizado
desmineralizado apresentou resultados inferiores com relação à rigidez quando
comparado com implantes congelados a -80ºC e enxerto autógeno. Já Macedo et al.
(1999) com testes compressivos in vitro, compararam a resistência de ossos bovinos
liofilizados e congelados após reidratação de uma hora e encontraram que tanto o osso
36
liofilizado quanto o congelado à -80°C suportavam a mesma carga compressiva e
apresentaram a mesma razão de deformação.
A liofilização pode não ser um processo estéril e, em alguns casos, necessita-se
esterilização do implante ósseo. Este é um tema ainda controverso, sendo que as
técnicas disponíveis atualmente possuem vantagens e desvantagens no que diz respeito
à eficácia e manutenção das propriedades biomecânicas e biológicas (ZHANG et al.,
1997). Estudo em ratos comparando a osteoindução de enxertos esterilizados por
radiação gama, óxido de etileno 55° e 40° e etanol concluiu não haver diminuição na
capacidade osteindutora quando se utiliza etanol ou óxido de etileno 40°, porém ao
utilizar radiação gama ou óxido de etileno 55° houve uma diminuição significativa na
capacidade osteoindutora (ZHANG et al., 1997). A radiação pode destruir as
propriedades morfogenéticas, principalmente do osso liofilizado não desmineralizado
(URIST; HERNANDEZ, 1974).
Outra forma possível de esterilização é a autoclavagem, sendo recomendado a
temperatura de 132ºC por uma hora, que provoca inativação inclusive de prions, mas,
pode afetar biomecanicamente os implantes ósseos diminuindo em até 70% a sua
resistência à compressão (VICECONTI et al., 1996).
3.9 Implante ósseo conservado no mel
No Egito antigo, há dois mil anos, já se utilizava o mel para o tratamento de
enfermidades nos seres vivos (GREENWOOD, 1993). Segundo Pereira et al. (1995), o
mel possui propriedades terapêuticas, tais como: efeito antimicrobiano, antiinflamatório
e antipirético e tem capacidade de estimular o sistema imunológico, tendo capacidade
de inibir o crescimento tanto de bactérias gram negativas como gram positivas
(AGBAJE et al., 2006).
Vardi et al. (1998) descreveram que o mel natural é composto por 40% de
glicose, 40% de frutose e 20% de água aproximadamente e ainda contém ácidos
orgânicos, vitaminas, minerais e enzimas, como: invertase, glicose-oxidase, amilase,
catalase e fosfatase ácida (MARTINS et al., 2003)). O mel in natura pode estar
contaminado por Bacillus sp. (POSTMES et al., 1993, AMENDOLA, 2001; ALIEVI
2006) e Clostridium perfringes (POSTMES et al., 1993), mas Amendola (2001) e Alievi
(2006) não encontraram sinais de infecção após utilização de implantes ósseos
conservados neste mel. Para Efem e Iwara (1992) é normal o mel estar contaminado por
37
bactérias do gênero Bacillus e leveduras do gênero Saccharomyces, ambas não
patogênicas e afirmaram ainda que a manipulação inadequada do mel pode levar a
contaminação por microorganismos patogênicos.
Alguns autores consideram a produção de peróxido de hidrogênio como sendo o
principal fator responsável pela atividade antibacteriana do mel (MENDES; COELHO,
1983). Estudos mostram que o mel possui atividade antimicrobiana de amplo espectro e
propriedades antifúngicas, não sendo esta ação, somente pela alta concentração de
açúcar. Além da produção de peróxido de hidrogênio (H
2
O
2
) a atividade antibacteriana
do mel é devida à produção de substâncias derivadas das plantas que originaram o mel e
pela ação de enzimas (MOLAN, 1992). O pH baixo (3,6) também pode inibir o
crescimento bacteriano (BERGMAN et al., 1983), assim como a presença de algumas
vitaminas e flavonóides com ação antimicrobiana (SABATIER et al., 1992).
Cooper et al. (1999) comprovaram que o mel, ao contrário de soluções
hipersaturadas de açúcar, não tem ação antimicrobiana apenas por sua osmolaridade.
Em um experimento onde foi avaliada a concentração inibitória mínima (CIM) de dois
méis neozelandeses, produzidos a partir de flores da planta Leptospermum scoparium
ou de flores do campo. A bactéria Staphylococcus aureus, isolada de ferimentos
infectados de pacientes humanos, foi escolhida para testar a contaminação das amostras.
A atividade antimicrobiana advinda do peróxido de hidrogênio produzido pelo mel foi
anulada ao submetê-lo a ação da catalase, dessa forma somente os efeitos
antimicrobianos vindos das substâncias fitoquímicas foram testados. A CIM dos dois
tipos de mel foram similares, 2 a 3% para o primeiro, e 3 e 4% para os segundo, sendo
estes valores muito menores que os encontrados para o açúcar com 29% de CIM, dessa
forma se pode afirmar que o mel possui ação antibacteriana independente da sua
osmolaridade.
Amendola (2007) avaliou o mel e a glicerina 98% como conservantes de
implantes ósseos corticais provenientes de caninos, sendo a coleta feita de forma não
asséptica. Os resultados demonstraram que a glicerina 98% foi superior ao mel como
agente bactericida e fungicida, embora as bactérias encontradas no mel fossem não
patogênicas.
O mel pode ser utilizado para conservação de diversos tecidos como, a córnea
(ABRAMOV; MARKICHEVA, 1983), implantes ósseos (AMENDOLA, 2001,
GAIGA; SCHOSSLER, 2003, ALIEVI, 2006) e pele (SUBRAHMANYAN, 1993).
38
Gaiga (2002), em um experimento com 14 pombos, avaliou a conservação de
xenoenxertos ósseos em mel e observou que este meio de conservação foi eficiente. Foi
constatado consolidação óssea satisfatória de todas as fraturas de úmero tratadas com
xenoenxerto intramedular conservados no mel por um período que variou de 30 dias à
seis meses. Não foram observados sinais clínicos de infecção associados aos implantes,
mesmo não tendo sido utilizada técnica asséptica para a coleta.
Amendola (2001) utilizou o mel como conservante de segmentos diafisários
femorais utilizando estes implantes alógenos em falhas ósseas na diáfise femoral de 12
cães saudáveis, sendo os mesmos fixados com dois pinos intramedulares e fio de aço na
forma de cerclagem. O período de conservação variou de 30 dias a seis meses e, em
nenhum dos implantes, foram observadas fissuras ou rachaduras que pudessem
significar fragilização do osso. Houve consolidação óssea confirmada radiográfica e
macroscopicamente em oito animais e nos outros quatro cães houve reabsorção do
implante. Não foi observada rejeição ao implante, sendo assim, o autor recomendou a
utilização de mel como conservante de implantes ósseos.
O mel também foi utilizado como conservante em um estudo realizado por
Alievi (2006) com implante ósseo cortical alógeno substituindo uma falha óssea
segmentar em fêmur de cães. O segmento ósseo implantado representou, em média,
30% do comprimento ósseo e foi utilizada, para fixação, placa compressiva com 3,5 mm
de diâmetro e parafusos. Os animais foram avaliados através de exame radiográfico,
macroscópico e histológico, sendo que dois animais foram sacrificados a cada 30 dias
de pós-operatório, totalizando 360 dias de avaliação para os dois últimos animais. Foi
encontrada uma taxa de incorporação de 79,17% e complicações como, não-união,
reabsorção e fratura do implante.
O mel foi estatisticamente inferior à glicerina 98% segundo Amendola (2007) no
que se refere a resistência em ensaios biomecânicos compressivos, sendo para isso
utilizados ossos provenientes das duas diáfises femorais de cães hígidos.
Giordano e Almeida (2006) consideraram que as técnicas utilizando enxertos ou
implantes ósseos são eficazes e de custo baixo, principalmente quando se utiliza a
glicerina 98% ou o mel como método de conservação do osso, pois apresentam custo
insignificante na manutenção de um banco de ossos.
39
3.10 Outras formas de conservação
O tecido ósseo também pode ser conservado em glicerina 98%, substância a qual
Cavassani et al. (2001) atribuíram a propriedade de preservar a capacidade
osteoindutora do implante, pois a implantação de fragmentos ósseos no tecido
subcutâneo de ratos induziu diferenciação de células mesenquimais em novo tecido
ósseo. Ziliotto et al. (2003) em um estudo de preservação do membro torácico em cães
observaram que a glicerina 98% manteve os fragmentos ósseos livres de contaminação,
reduziu a antigenicidade e preservou as funções de osteoindução e osteocondução dos
implantes ósseos, sendo isto também observado por Costa (1996) em estudo
experimental com cães.
Rappeti et al. (2007) conservaram homoimplantes ósseos de costelas em açúcar
cristal in natura ou solução hipersaturada de açúcar (300%) por no mínimo 30 dias e
reconstruiram com sucesso falhas ósseas experimentais em costelas de felinos.
Pinto Júnior (1995) conservou implantes ósseos corticais homólogos em tintura
de iodo à 2% e utilizou estes segmentos ósseos para preencher falhas em fraturas
cominutivas dos ossos úmero e fêmur de cães, considerando este meio de conservação
eficiente.
Óxido de etileno (OE) foi utilizado por Johnson et al. (1987) sendo considerado
um método eficaz na formação de um banco de ossos estéreis, sugerindo ainda a
concentração de 84% de OE, sob temperatura e pressão atmosféricas ambientes, como a
forma ideal de esterilização. Já outros autores (KAKIUCHI; ONO, 1998, MOREAU et
al., 2000) acreditam que possam permanecer resíduos tóxidos da esterilização com OE,
sendo estes liberados quando em contato com meios líquidos.
3.11 Métodos de fixação do implante
O método de fixação deve ser capaz de promover excelente estabilidade,
evitando micro movimentos de rotação nas interfaces, possibilitando a migração de
células e novos vasos sanguíneos (JONHSON, 1991).
Existem várias opções para a fixação do implante ósseo, fixação esquelética
externa associada a um pino intramedular foi utilizada, com sucesso, por Bloomberg et
al. (1984) em dois cães. Apesar do êxito, os autores recomendaram a utilização deste
método apenas quando não estiver disponível placa de compressão dinâmica (DCP).
40
Hastes intramedulares, bloqueadas ou não, também podem ser utilizadas e, segundo
Vander Griend (1994), não apresentaram diferença significativa, quanto ao tempo de
consolidação, em relação a placas DCP.
Fio de aço na forma de cerclagem associado com pinos intramedulares foi a
forma que Amendola et al. (2003) utilizaram para fixação de implante ósseo homólogo
conservado em mel, e não foram observadas complicações relativas a forma de
estabilização do implante. Porém, neste estudo, o implante não correspondia a toda
circunferência da diáfise femoral, o que diminui a necessidade de resistência da fixação.
Outra forma de fixação é a utilização de pinos de Steinmann intramedulares (PINTO
JÚNIOR, 1995).
Alievi (2006) utilizou placa de compressão dinâmica (DCP) para fixação de
implante ósseo alógeno em cães e, dos 14 animais operados, apenas um apresentou
quebra da placa, posteriormente à quebra do implante ósseo. O autor cita, ainda, que
este método é uma forma consagrada de estabilização por promover estabilidade e
compressão na interface implante/receptor. Fatores estes considerados fundamentais
para incorporação do implante (HENRY JR.; WADSWORTH, 1981a).
Costa (1996) avaliou a utilização de placa e parafusos de aço inoxidável da série
304L na estabilização de implantes ósseos corticais alógenos conservados em glicerina
em 12 cães, considerando estes eficientes na fixação dos implantes pois possibilitaram
precoce consolidação e evitaram fraturas por compressão.
Como técnica de salvamento do membro torácico de cães, Ziliotto et al. (2003)
realizaram a substituição de segmento da diáfise femoral de seis cães e, para tanto,
utilizaram placas de compressão dinâmica para fixação do implante. Observaram que
esta técnica foi eficiente na estabilização do implante ósseo, porém, a função de
posicionamento e modelagem da placa foram os procedimentos mais demorados,
aumentando significativamente o tempo cirúrgico.
O contato entre o implante ósseo e o osso receptor, juntamente com a
estabilidade, são os dois principais fatores que irão influenciar no sucesso da técnica de
implantação óssea (SINIBALDI, 1989, STEVENSON et al., 1991). É importante que os
bordos do implante e do osso receptor estejam regulares para que o contato nas
interfaces envolva toda a circunferência do osso. Em gatos domésticos é mais fácil obter
um contato ósseo de 360°, quando comparado com cães, por apresentarem menor
curvatura nos ossos longos, e quanto maior o contato maior a chance de consolidação
(HENRY JR.; WADSWORTH, 1981a).
41
Um grande número de autores consideram a fixação com placa e parafusos a
melhor forma de estabilização de implantes ósseos corticais (HENRY JR.;
WADSWORTH 1981a, FRIEDLANDER, 1982, ALEXANDER, 1983, SCHENA;
McCURNIN, 1983, BLOOMBERG et. al. 1984, SCHENA et al., 1984, SCHENA et al.,
1985, FRIEDLANDER, 1987, JOHNSON 1988, JOHNSON; STEIN, 1988,
DUELAND et al., 1989, SININBALDI, 1989, KERWIN, 1991).
3.12 Incorporação e rejeição
Gonçalves et al. (2003) consideraram incorporação e consolidação de um
implante ósseo processos distintos e que muitas vezes são confundidos. Consolidação é
a fusão entre o enxerto/implante ósseo e o receptor e incorporação seria o termo que
descreve as interações biológicas entre o enxerto/implante ósseo e o osso receptor que
resultam em uma progressiva substituição do primeiro pelo segundo (BAUER;
MUSCHLER, 2000). A incorporação de um implante ósseo cortical inicia com uma
lenta reabsorção óssea por osteoclastos, o que provoca uma diminuição da resistência do
implante, seguida da atividade osteoblástica depositando novo osso proveniente do
receptor; em seguida há um processo de remodelamento do novo osso (MAXERAS et
al., 2002). O termo incorporação refere-se ao processo de envelopamento de tecido
ósseo necrótico, por novo osso do receptor, no qual foi realizada a implantação óssea,
sendo esta uma manifestação fisiológica de remodelamento do tecido esquelético
(BURCHARDT, 1983). Pode ser influenciada por fatores como quimioterapia
sistêmica, radioterapia e idade do receptor (JULIÁN; VALENTÍ, 2006).
Clinicamente, um enxerto ou implante ósseo pode ser considerado incorporado
com sucesso quando há consolidação das interfaces receptor/implante, sendo que esta
união deve ser capaz de sustentar as forças fisiológicas de apoio do peso sem fratura ou
dor (STEVENSON; HOROWITZ, 1992). Julián e Valentí (2006) afirmaram que o
processo de incorporação pode chegar a dois ou três anos quando é utilizado implante
ósseo cortical e em alguns casos podem permanecer uma incorporação incompleta com
a mistura de osso necrótico e osso vivo.
Quando se utiliza implante cortical alógeno, a atividade celular começa com os
osteoclastos e posteriormente inicia a atividade osteoblástica, necessitando, nestes
casos, que haja primeiro uma reabsorção no interior dos canais de Havers, para que
depois seja introduzida a vascularização (WEIGEL, 1993). Isto explica os resultados
42
encontrados por Amendola et al. (2003) que verificaram, radiograficamente, decréscimo
na densidade óssea mineral em implantes alógenos de cães.
A consolidação óssea, em regiões submetidas à implantação de enxertos ósseos,
é classificada como secundária ou indireta, ocorrendo a substituição do tecido ósseo
implantado por tecido ósseo do receptor. Em um estudo onde foi avaliada a utilização
de implante ósseo cortical alógeno, a incorporação iniciou com reabsorção das linhas da
interface óssea, com ação dos osteoclastos e neovascularização, seguiu com reabsorção
dos implantes ósseos e formação de pontes ósseas e terminou com a remodelação dos
ossos consolidados (ZILIOTTO et al., 2003).
Para que se obtenha sucesso na incorporação do implante é fundamental que
haja imobilidade, vascularização (HULSE; HYMAN, 1993) e compressão, sendo que a
força compressiva estimula a formação óssea (WEIGEL, 1993). Quando realizada a
implantação de um enxerto ósseo não vascularizado, a incorporação não depende
somente das propriedades biológicas do enxerto e do leito receptor, a estabilidade da
fixação e a resistência mecânica do enxerto também influem de forma determinante para
a consolidação (BAUER; MUSCHELER, 2000).
O tamanho do implante é histologicamente importante no processo de
consolidação, ou seja, implantes menores podem ser reabsorvidos por gradual
substituição, enquanto que implantes maiores precisam de um longo tempo até serem
completamente reabsorvidos ou pode nunca ocorrer completa reabsorção (SINIBALDI,
1989), porém, este não é o fator mais importante no processo de incorporação. Segundo
este autor, o sucesso na implantação de osso cortical alógeno depende
fundamentalmente de fixação rígida do implante ósseo no sítio receptor e ao máximo
contato nas interfaces implante ósseo/osso receptor.
A rejeição ao implante ósseo caracteriza-se por reabsorção periférica sem a
substituição por tecido reparador, pelo aumento das fraturas com concomitante redução
do diâmetro do implante, pela redução da reparação óssea, presença de resposta
infamatória, tecido fibroso encapsulando o implante ósseo, necrose progressiva, dor,
edema e rubor (SINIBALDI et al., 1976, ROSSO et al., 1997).
Segundo Stevenson e Horowitz (1992) historicamente considera-se rejeição
quando há reabsorção do enxerto ósseo ou falha mecânica prematura, embora
considerem mais difícil identificar e qualificar rejeição em transplantes de tecidos
músculos-esqueléticos do que em transplantes de órgãos parenquimatosos como o rim,
sendo o mecanismo de rejeição de implantes ósseos alógenos pouco esclarecido. A
43
imunidade celular é fator determinante para a destruição de aloenxertos, com a medula
sendo o componente mais imunogênico (BURCHARDT, 1983).
As reações antigênicas provavelmente não sejam mediadas por linfócitos T ou
B, mas por células da linhagem dos granulócitos existentes na medula óssea, sendo que
a remoção destas células pode diminuir a resposta imunológica ao enxerto (Czitrom et
al., 1985).
3.13 Métodos de avaliação dos resultados
Tudury e Raiser (1985), em um trabalho que empregou pinos de Steinmann em
fraturas distais de fêmur, desenvolveram uma tabela para avaliação da recuperação do
uso funcional do membro destes animais, a partir da tabela de Braden e Brinker (1973),
contendo cinco diferentes graus, grau I: não usa nem apóia o membro; grau II: uso e
apoio infreqüentes do membro na estação e no caminhar. Não suporta peso na
extremidade afetada, elevando-a ao correr; grau III: claudicante uso do membro na
estação e ao caminhar. Parcial suporte do peso na extremidade, elevando-a ao correr;
grau IV: caminha sem claudicar. Normal na estação. Claudica ao correr sem elevar o
membro; grau V: uso funcional do membro.
Mankin et al. (1983) desenvolveram uma tabela de escores para pacientes
humanos com neoplasias ósseas que foram submetidos à implantação de aloenxertos
ósseos, na qual estes eram classificados como excelente, bom, favorável ou com falha
da implantação. Aqueles pacientes classificados como excelente apresentavam uso
normal do membro com poucas limitações. Foram considerados bons os que não tinham
capacidade de desenvolver as mesmas atividades físicas que tinham antes do
procedimento, mas ao mesmo tempo não havia recidiva da neoplasia. Nos casos em que
a doença não recidivava, mas havia uma significativa perda na capacidade de
sustentação do membro, esses indivíduos obtinham resultado favorável. A falha no
procedimento de implantação do enxerto cortical alógeno era considerada quando havia
algum tipo de complicação que levava à amputação do membro como, por exemplo,
recidiva do tumor, metástases em outros órgãos, infecção, ressecção do enxerto ou
fratura.
Este sistema de avaliação foi adaptado para a Medicina Veterinária por Dueland
et al. (1989), mantendo os mesmos graus de avaliação. Excelente era considerado
retorno funcional do membro com nenhuma ou com mínimas alterações. Era
44
considerado bom, aquele animal que retornava à movimentação sem dor, porém com
redução da função do membro. Os animais com déficit significativo na movimentação,
presença de dor ou doença eram classificados com o escore ruim. A falha na utilização
do implante ósseo era considerada quando havia a necessidade de amputação do
membro ou ressecção do enxerto.
Stevenson et al. (1997) desenvolveram uma tabela com escore gradual para
avaliar união entre implante ósseo cortical e osso receptor, sendo esta avaliação baseada
na aparência histológica da implantação. O periósteo, o endósteo e as interface implante
ósseo/osso receptor foram avaliadas individualmente podendo obter pontuação entre 0 e
4. Como cada interface foi estudada individualmente, a pontuação máxima em cada
animal é de 24 pontos, sendo possível fazer uma análise estatística dos resultados como
fez Gomes (2008) ao avaliar enxertos corticoesponjosos mandibulares autógenos em
coelhos associados ou não à suspensão de células da medula óssea.
Ehrhart et al. (2005) avaliaram os exames radiográficos pós-operatórios de
animais submetidos à implantação óssea cortical alógena através de uma tabela com
pontuações independentes para: incorporação/união na interface proximal;
incorporação/união na interface distal; qualidade do osso implantado; qualidade do osso
receptor; implante metálico e impressão geral da consolidação, atribuindo 0, 1 ou 2
pontos para cada item dependendo do que era observado no exame radiográfico.
Stevenson et al. (1991) utilizaram uma escala de pontuação para avaliar os
exames radiográficos de implantes ósseos osteocondrais frescos ou congelados em cães.
Esta escala avaliava qualidade da união, aparência do implante em duas posições
radiográficas, osso trabecular subcondral e cistos subcondrais, com pontuações que
variavam de 0 a 2, podendo-se obter escore máximo de 12 pontos.
Alievi et al. (2007) em um experimento com enxerto cortical alógeno
conservado em mel avaliaram os exames radiográficos pós-operatórios dos cães,
utilizando a classificação de intenso, moderado, discreto ou ausente nos itens
remodelamento, reação periosteal e reabsorção.
Costa (1996) reconstruiu falha óssea em fêmur de cães com implante ósseo
cortical alógeno conservado em glicerina e utilizou na avaliação histológica as
colorações de hematoxilina e eosina (HE), para avaliação morfológica e tricrômio de
Masson (TM) na identificação das fibras colágenas.
45
3.14 Complicações
São muitos os fatores que podem influenciar negativamente a consolidação de
fraturas tratadas com enxertia ou implantação óssea, Henry Jr. e Wadsworth (1981b)
dividiram estes fatores em três grupos de acordo com sua relevância em relação às
complicações na consolidação de enxertos. Os com pouca significância são: idade, sexo,
raça, peso e osso tratado. Com significância relativa seriam: envolvimento da artéria
nutrícia, lesões coexistentes e a espécie com a qual esta se trabalhando. Aqueles fatores
marcadamente significativos foram: comprimento do aloenxerto, grau de cominução,
grau de estabilização, grau de contato do local de osteotomia, reconstrução parcial ao
longo da fratura com o aloenxerto, tempo entre a ocorrência da fratura e a implantação
do aloenxerto, procedimentos cirúrgicos prévios e complicações pós-operatórias.
Tomford et al. (1981) em um trabalho com implante ósseo alógeno liofilizado,
encontraram 6,9% como taxa de infecção em 303 pacientes humanos. Dos 21 pacientes
que apresentaram esta complicação, em 12 a infecção foi considerada leve e em nove
foi considerada grave. Nos pacientes com infecção leve, esta complicação não
influenciou a incorporação do implante na maioria dos casos, porém naqueles pacientes
com infecção grave o implante ósseo teve que ser removido em quatro casos.
A presença de fraturas em aloenxertos de pacientes humanos foi avaliada por
Thompson Jr. et al. (2000), que observaram 42% de taxa de fratura do enxerto ósseo em
um total de 74 pacientes, sendo observada uma alta correlação entre a presença da
fratura e a penetração cortical no enxerto. Berrey Jr. et al. (1990) classificaram as
fraturas de implantes ósseos alógenos em três tipos, I: caracterizada por uma rápida e
completa reabsorção do implante, sem infecção, II: ocorrem ao longo do implante e III:
quando a fratura envolve a superfície articular.
Ortiz-Cruz et al. (1997) avaliaram as complicações pós-operatórias em 100
pacientes humanos submetidos à implantação óssea cortical alógena como tratamento de
tumores ósseos. Dos 104 aloenxertos ósseos, 16 tinham menos de 10 cm, 59 estavam
entre 10 e 18 cm e 29 mediam mais que 18 cm. Em 84 pacientes (84%) houve sucesso
no procedimento, sendo este classificado como excelente ou bom. A complicação mais
freqüente foi não-união, que ocorreu em 31 interfaces implante ósseo/osso receptor,
fratura do implante foi observada em 18 pacientes e infecção foi observada em 12 casos.
Os casos de não-união foram correlacionados com fratura em cinco pacientes, com
infecção em três pacientes e em um caso com fratura e infecção.
46
Alievi et al. (2007) avaliaram a implantação de segmentos ósseos conservados
em mel na diáfise femoral de 14 cães e encontraram como principais complicações
reabsorção intensa do implante ósseo em 25% dos animais e fratura do implante em
16,67%.
47
4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 Elaboração do banco de ossos
Foram utilizados gatos domésticos, fêmeas, sem raça definida, em idade adulta,
peso variando entre três e quatro quilos (kg) provenientes do Centro de Controle de
Zoonoses do município de Porto Alegre (RS), livres de doenças infecto-contagiosas,
neoplásicas, alterações músculo-esqueléticas ou outras enfermidades que pudessem
afetar as propriedades físico-químicas dos ossos. Dois felinos foram utilizados como
doadores (quatro implantes), a partir de então, os próprios segmentos ósseos removidos
para a confecção da falha óssea cortical nos animais experimentais, foram preparados e
utilizados nos demais animais.
A coleta dos quatro primeiros implantes ósseos foi efetuada em sala cirúrgica
sob todos os princípios de assepsia cirúrgica, imediatamente após a eutanásia dos
animais. Após tricotomia dos membros pélvicos, o animal foi levado à sala cirúrgica,
onde foi realizada anti-sepsia da face lateral da coxa utilizando o método álcool-iodo
povidine-álcool (FOSSUM, 2007) e a colocação dos panos de campo estéreis. A região
diafisária do fêmur foi exposta conforme descrição de Piermattei e Johnson (2004) e,
com o auxílio de uma serra oscilatória, foi efetuada a remoção de um segmento da
diáfise. Após o periósteo, os restos musculares, o endósteo e a medula óssea serem
removidos utilizando-se lâmina de bisturi e pino com rosca, os segmentos foram
lavados com solução salina estéril morna e acondicionados em frasco plástico
individual, opaco e previamente esterilizado em autoclave.
Os implantes seguintes foram obtidos dos animais submetidos à implantação
óssea cortical alógena deste experimento, utilizando-se o mesmo método de obtenção,
preparação e acondicionamento dos implantes.
Para conservação no mel, os segmentos ósseos foram acondicionados
individualmente em frascos plásticos opacos de 100 ml, estéreis, e mantidos submersos
no mel estéril por um período entre 30 e 35 dias, em local escuro a temperatura
ambiente. O mel
1
escolhido foi proveniente com predominância de flores de angico
(Anadenanthera sp.) de marca comercial reconhecida e inspecionada pelo Ministério da
1
Agromel, Entreposto de mel e cera de abelhas – Alcenira Baumgarten, Viamão, RS.
48
Agricultura. Os implantes conservados sob refrigeração foram acondicionados
individualmente em frascos plásticos opacos estéreis e encaminhados para freezer a
-70°C no Laboratório de Virologia (FAVET-UFRGS) permanecendo congelados por
um período de 30 a 35 dias. Os implantes encaminhados para liofilização foram
acondicionados em frascos e entregues ao Banco de Tecidos do Hospital de Clínicas de
Porto Alegre e após um período de aproximadamente 45 dias para remoção da gordura e
liofilização, foram esterilizados em autoclave a 132°C durante quatro minutos e
acondicionados em pacotes de papel grau cirúrgico
2
.
4.2 Animais experimentais
Foram utilizados 24 gatos domésticos adultos clinicamente sadios, fêmeas,
castradas, sem raça definida, pesando entre 2,6 e 3,8 kg e média de 3,1 kg (Quadro 1),
com idade estimada entre dois e quatro anos, provindos do Centro de Controle de
Zoonoses de Porto Alegre (RS). Os animais foram alojados em gaiolas individuais com
0,5 m
2
. O período de adaptação foi de, pelo menos, 14 dias antes do procedimento
cirúrgico. Durante a adaptação os animais foram everminados
3
e imunizados com
vacina polivalente
4
para gatos domésticos. As gatas permaneceram nas gaiolas até o
término das avaliações recebendo água ad libitum, ração comercial superpremium
5
na
quantidade recomendada para a espécie e tamanho (60 g/dia) e caixa sanitária. Ainda na
adaptação, era coletado sangue e traçado perfil bioquímico e hematológico, sendo os
exames feitos no Laboratório de Análises Clínicas Veterinárias (LACVET-UFRGS). O
período de avaliação foi de 180 dias após o procedimento cirúrgico para todos os
animais, que permaneciam em gaiolas individuais, sendo soltos dentro do gatil de 10 m
2
somente na hora da limpeza e alimentação.
4.3 Grupos
Os 24 gatos foram separados aleatoriamente em quatro grupos de seis animais:
grupo controle (GC), grupo mel (GM), grupo congelado (GCO) e grupo liofilizado
(GL).
2
Papel grau cirúrgico, Amcor Flexibles Brasil , São Paulo, SP.
3
Petzi, Vetbrands S.A., Jacareí, SP.
4
Fel-O-Vax PCT, Fort Dodge, Iowa, EUA.
5
FIT 32, Royal Canin do Brasil LTDA, Descalvado, SP.
49
Quadro 1 – Distribuição dos animais de acordo com o número, grupo e peso
corporal (kg) imediatamente antes da cirurgia e grupo ao qual
pertenciam.
Gr. Fel. Peso Gr. Fel. Peso Gr. Fel. Peso Gr. Fel. Peso
GC 1 3,6 kg GM 11 3,3 kg GCO 6 3,5 kg GL 21 2,9 kg
GC 2 3,8 kg GM 13 3,2 kg GCO 7 3,0 kg GL 22 2,8 kg
GC 3 3,0 kg GM 15 3,3 kg GCO 9 2,6 kg GL 23 2,8 kg
GC 4 3,8 kg GM 16 3,0 kg GCO 10 2,8 kg GL 24 2,8 kg
GC 5 3,1 kg GM 17 2,8 kg GCO 14 3,5 kg GL 25 2,6 kg
GC 8 3,0 kg GM 19 3,5 kg GCO 20 2,6 kg GL 26 3,8 kg
* Gr: grupo, Fel: felino, GC: Grupo controle, GCO: Grupo congelado, GM: Grupo mel e GL: Grupo
liofilizado.
4.3.1 Grupo controle
Neste grupo os animais foram submetidos ao procedimento cirúrgico de
osteotomia de um segmento de três centímetros da diáfise femoral (Figura 1) direita e
reimplantação do mesmo segmento após preparação através da remoção do periósteo,
endósteo e medula óssea, sendo utilizado para estabilização, placa de compressão
dinâmica (DCP) 2,7 mm com 10 furos e oito parafusos corticais. Estes animais serviram
como controle no experimento (Figura 2).
4.3.2 Grupo mel
Neste grupo os animais foram submetidos ao procedimento cirúrgico de
ostectomia de um segmento de três centímetros da diáfise femoral direita (Figura 1) e
substituição por implante ósseo cortical alógeno, conservado em mel estéril por um
período de 30 a 35 dias, sendo utilizado para estabilização placa de compressão
dinâmica (DCP) 2,7 mm com 10 furos e oito parafusos corticais (Figura 2).
50
4.3.3 Grupo congelado
Neste grupo os animais foram submetidos ao procedimento cirúrgico de
ostectomia de um segmento de três centímetros da diáfise femoral direita (Figura 1) e
substituição por implante ósseo cortical alógeno, congelado à -70°C por um período de
30 a 35 dias, sendo utilizado para estabilização placa de compressão dinâmica (DCP)
2,7 mm com 10 furos e oito parafusos corticais (Figura 2).
4.3.4 Grupo liofilizado
Neste grupo os animais foram submetidos ao procedimento cirúrgico de
ostectomia de um segmento de três centímetros da diáfise femoral direita (Figura 1) e
substituição por implante ósseo cortical alógeno liofilizado, sendo utilizado para
estabilização placa de compressão dinâmica (DCP) 2,7 mm com 10 furos e oito
parafusos corticais (Figura 2).
4.4 Procedimento pré-operatório
No dia anterior a cirurgia os animais foram submetidos a exame radiográfico de
controle do membro pélvico direito (MPD) nas projeções crânio-caudal e médio-lateral.
Sendo para isso realizada tranquilização, com a associação de cloridrato de tiletamina e
cloridrato de zolazepam
6
na dose de 0,5 mg.kg
-1
via intramuscular (IM). Foi realizada
tricotomia do mesmo membro nas regiões lateral e medial da coxa, ampliada
dorsalmente até a região sacro-ilíaca esquerda e ventralmente até abaixo do joelho,
também foi feita tricotomia da região cranial dos antebraços.
4.5 Procedimento anestésico
Os animais permaneceram em jejum hídrico de quatro horas e alimentar de 12
horas antes do início da anestesia. Receberam como medicação pré-anestésica (MPA),
maleato de acepromazina
7
na dose de 0,1 mg.kg
-1
, e meperidina
8
na dose de 3 mg.kg
-1
,
6
Zoletil 50, Virbac, Jurubatuba, SP.
7
Acepran, Univet, São Paulo, SP.
8
Dolosal, Cristália Produtos Químicos e Farmacêuticos LTDA, Itapira, SP.
51
ambos pela via intramuscular (IM). Após 15 minutos da MPA, a indução anestésica foi
efetuada utilizando propofol
9
na dose de 5mg.kg
-1
, pela via intravenosa (IV), seguida de
intubação orotraqueal. A manutenção anestésica foi feita com isofluorano
10
em oxigênio
a 100%, utilizando aparelho de anestesia inalatória em sistema respiratório avalvular
sem absorvedor e com respiração assistida. Associado à anestesia inalatória, foi
realizado bloqueio epidural com cloridrato de lidocaína
11
2 mg.kg
-1
e morfina
12
0,1
mg.kg
-1
completando o volume até 0,26 ml.kg
-1
. Todos os animais receberam, 30
minutos antes do procedimento cirúrgico, 22 mg.kg
-1
de ampicilina sódica
13
(IV) sendo
repetida a aplicação após duas horas. Durante o procedimento cirúrgico foi administrado
solução de ringer lactato de sódio
14
em gotejamento venoso de 15 ml.kg
-1
por hora e,
quando necessário, citrato de fentanila
15
(2μg.kg
-1
IV) nos casos de superficialização da
anestesia ou evidência de dor, identificada pelo aumento da freqüência cardíaca e/ou
respiratória.
4.6 Procedimento cirúrgico
O modelo experimental deste projeto foi baseado no projeto de Alievi (2006)
com cães. Todas as cirurgias do projeto foram realizadas no setor de cirurgia do
Hospital de Clínicas Veterinárias da UFRGS.
Após indução anestésica, o animal era posicionado na mesa em decúbito lateral
com o membro pélvico direito voltado para cima. A anti-sepsia foi feita utilizando o
método álcool-iodo povidine-álcool. A região distal do membro foi envolvida com
bandagem elástica
16
previamente esterilizada. Com a delimitação da área operatória
utilizando campos cirúrgicos esterilizados (Figura 3A), o acesso à diáfise do fêmur foi
feito com incisão de pele e fáscia lata, e rebatimento dos músculos bíceps femoral, vasto
lateral, adutor e vasto intermédio como descrito por Piermattei e Johnson (2004) (Figura
3B). A musculatura foi mantida tracionada com dois afastadores auto-estáticos e os
músculos adjacentes à diáfise submetida à osteotomia, foram protegidos com
9
Provini, Claris, São Paulo, SP.
10
Isoforine, Cristália Produtos Químicos e Farmacêuticos LTDA, Itapira, SP.
11
Cloridrato de lidocaína, Hipolabor, Sabará, Mg.
12
Dimorf, Cristália Produtos Químicos e Farmacêuticos LTDA, Itapira, SP.
13
Ampi, Prodotti, Santo Amaro, SP.
14
Ringer com lactato de sódio, Texon, Viamão, RS.
15
Fentanest, Cristália Produtos Químicos e Farmacêuticos LTDA, Itapira, SP.
16
Vetrap, 3M, Saint Paul, USA
52
afastadores de Hohmann. As osteotomias proximal e distal foram realizadas com serra
oscilatória (Figura 4A e B), sendo dessa forma retirado um fragmento ósseo com três
centímetros de comprimento (Figura 5A e B). Durante a secção óssea, a área era
constantemente irrigada com solução fisiológica estéril
17
em temperatura ambiente e
este fragmento ósseo foi recolocado no defeito criado (grupo controle) ou mantido
estéril para servir como implante em outro animal após conservação em mel,
congelamento a -70°C ou liofilização.
Os dois primeiros animais do grupo mel e os dois primeiros do grupo congelado,
a serem submetidos ao procedimento cirúrgico, utilizaram implantes ósseos coletados
dos animais submetidos à eutanásia para a elaboração do banco de ossos. Estes
implantes foram coletados em tamanho maior que o utilizado neste experimento (três
centímetros), sendo necessário remover um segmento do implante antes de fixá-lo ao
sítio receptor. Este procedimento foi realizado com serra oscilatória, acrescentando
alguns minutos ao procedimento cirúrgico.
17
Cloreto de sódio 0,9%, Texon, Viamão, RS
Três centímetrosTrês centímetros
Figura 1 - Representação esquemática dos locais de
osteotomia, produzindo defeito ósseo de
três centímetros e um implante para
conservação com três centímetros.
53
O implante, que foi reidratado em solução de cloreto de sódio 0,9% por no
mínimo 45 minutos, era fixado ao leito receptor utilizando uma placa de compressão
dinâmica 2,7 mm com 10 furos, 84 mm de comprimento, sete mm de largura e dois mm
de espessura e parafusos
18
. Os parafusos utilizados foram do tipo cortical com 2,7 mm
de diâmetro. O implante foi inicialmente estabilizado à placa (Figura 6A), previamente
curvada para adaptar-se perfeitamente ao leito receptor, com uma pinça de Verbrugger.
O implante junto à placa foi então estabilizado aos fragmentos proximal e distal do leito
receptor (Figura 6B), permitindo desta maneira a realização das perfurações em ambas
as corticais, utilizando furadeira elétrica à bateria e broca de dois milímetros de
diâmetro, sendo a broca resfriada por solução fisiológica estéril durante a perfuração. A
seguir era avaliada largura do osso e confeccionada a rosca com macho para passagem
do parafuso de tamanho adequado.
Para fixação do implante ósseo ao leito receptor foram utilizados seis parafusos,
três proximais e três distais ao implante, e dois parafusos fixaram o implante à placa.
Iniciou-se sempre pela colocação dos dois parafusos para fixação do implante ósseo à
placa (Figura 7A), seguido da colocação dos parafusos no osso receptor, alternando
entre o fragmento proximal e o distal (Figura 7B) sendo que os dois parafusos (um
distal e outro proximal) imediatamente adjacentes ao implante foram inseridos
primeiramente e com efeito compressivo, utilizando para tal o guia de broca
compressivo.
18
Placa de aço inoxidável DCP 2.7 mm, Innovative Veterinary Products Brasil, São Paulo, SP.
54
Efetuada a fixação da placa, a área foi copiosamente lavada com solução
fisiológica estéril morna. Após, a fáscia lata foi aproximada utilizando-se fio sintético
absorvível poliglactina 910
19
3-0 e sutura de Sultan (Figura 8A), o tecido subcutâneo foi
reaproximado com este mesmo fio e padrão contínuo simples e a pele foi suturada com
mononáilon
20
3-0 em padrão isolado simples (Figura 8B).
19
Vicryl, Ethicon Indústria & Comércio, São José dos Campos, SP.
20
Nylon, Shalon, São Luís de Montes Belos, GO.
Figura 2 – Placa DCP 2,7 mm com 10 furos e os
oito parafusos corticais utilizados para
fixação de implante cortical em diáfise
femoral de gato doméstico.
55
Figura 3: A) Membro pélvico direito de gato doméstico após colocação dos campos
cirúrgicos; B) Diáfise femoral de gato doméstico exposta após acesso
lateral.
Figura 4: A) Osteotomia em diáfise de fêmur em gato doméstico utilizando serra
oscilatória; B) Diáfise femoral de gato doméstico com as duas osteotomias
quase finalizadas.
56
Figura 5: A) Diáfise femoral de gato doméstico após remoção de um segmento com
aproximadamente três centímetros; B) Segmento ósseo removido da diáfise
femoral de gato doméstico.
Figura 6: A) Implante ósseo cortical estabilizado à placa DCP com pinça de Verbrugger;
B) Implante ósseo cortical estabilizado ao leito receptor em fêmur de gato
doméstico.
Figura 7: A) Implante ósseo fixado à placa por dois parafusos corticais e estabilizado no
leito receptor; B) Implante ósseo cortical fixado ao leito receptor em fêmur
felino por placa de compressão dinâmica (DCP) e oito parafusos corticais.
57
4.7 Controle microbiológico
Todos os implantes ósseos dos grupos mel, congelado e liofilizado foram
submetidos à controle microbiológico na coleta, logo após a preparação do osso, e na
implantação, imediatamente antes da reidratação, através de coletas com suabe
21
alginatado de haste plástica e estéril, nas faces interna e externa dos implantes. No
grupo controle, a avaliação microbiológica foi realizada somente no momento de
implantação do enxerto. A avaliação bacteriológica foi executada pelo Laboratório de
Bacteriologia do Departamento de Microbiologia do Instituto de Ciências Básicas da
Saúde, UFRGS.
4.7.1 Amostras de mel
Para verificar a presença de contaminantes, três amostras de mel foram
analisadas sendo feitas diluições decimais até 10
-4
em salina (NaCl 0,85%) estéril. Uma
alíquota de 100 μL de cada diluição foi semeada em ágar para contagem, em duplicata,
21
BAC-SWAB 1001, DME, Araçatuba, SP.
Figura 8: A) Fáscia lata de gato doméstico aproximada com
pontos de Sultan e fio sintético absorvível
poliglactina 910 3-0; B) Sutura de pele no MPD de
gato doméstico com pontos isolados simples e fio
mononáilon 3-0.
58
e incubadas a 37°C por 48 horas. A amostra de mel que não apresentou crescimento
bacteriano nas placas foi então utilizada para conservação dos implantes ósseos.
4.7.2 Análise dos implantes
Os suabes coletados foram colocados em meio de Stuart e transportados até o
laboratório sem refrigeração em até três horas após a coleta. No laboratório, os suabes
foram agitados em 9 ml de salina, até a dissolução do material aderido ao mesmo. A
partir dessa solução foram feitas diluições decimais, em salina, até 10
-4
. Uma alíquota
de 100μL de cada diluição foi semeada em ágar para contagem, em duplicata, e
incubadas a 37°C, em aerobiose, por 48 horas. Após a incubação, era verificado o
crescimento microbiano e feita contagem das unidades formadoras de colônia (UFC).
Para quantificação de UFC na amostra, foi feito o seguinte cálculo: média de UFC da
diluição X 90 X fator de diluição.
Após o crescimento de colônias, foram executados dois isolamentos
subseqüentes em ágar triptose de soja. Com a verificação da pureza, a identificação
bacteriana foi executada inicialmente pela análise morfológica colonial e celular (Gram)
e após, foram feitos os testes bioquímicos e fisiológicos segundo Holt et al. (1993) e
MacFaddin (2000).
4.8 Cuidados no pós-operatório
Como terapia analgésica e antiinflamatória pós-operatória, os animais receberam
cetoprofeno
22
(2 mg.kg
-1
SC) no pós-operatório imediato e a cada 24 horas durante três
dias e tramadol (2 mg.kg
-1
IM) a cada seis horas, 24 horas após a anestesia epidural,
durante 48 horas. Na profilaxia antimicrobiana foi utilizado enrofloxacina
23
na dose de
2,5 mg.kg
-1
IM no pós-operatório imediato e a cada 24 horas durante 10 dias. Os
curativos foram realizados diariamente, envolvendo limpeza dos pontos com solução
fisiológica estéril e troca da fita de micropore até a retirada dos pontos de pele, que
ocorreu após 10 dias da cirurgia permanecendo os animais, durante este período, com
colar elizabetano.
22
Ketojet, Agener União S.A., Embu-Guaçu, SP.
23
Flotril, Schering-Plough Veterinária, Rio de Janeiro, RJ.
59
4.9 Avaliação radiográfica
Todos os animais foram submetidos a exame radiográfico do membro pélvico
direito previamente à cirurgia, para descartar qualquer alteração óssea. Após o
procedimento cirúrgico foram feitas avaliações radiográficas no pós-operatório imediato
e a cada 15 dias até o término do período de avaliação, 180 dias, resultando em 14
exames radiográficos por animal. Todos os exames radiográficos foram feitos no Setor
de Diagnóstico por Imagem do Hospital de Clínicas Veterinárias da UFRGS e no
mesmo aparelho de raio-x, com carga padrão de 48 quilovolts (kV) e 12 miliampéres
(mA) na projeção crânio-caudal e 48 kV e 10 mA na projeção médio-lateral sempre sob
tranquilização, com a associação de cloridrato de tiletamina e cloridrato de zolazepam
na dose de 0,5 mg.kg
-1
(IM). Na projeção crânio-caudal o animal era posicionado em
uma calha de acrílico.
Através dos exames radiográficos, foram avaliados o alinhamento do implante
ósseo em relação aos segmentos proximal e distal do fêmur, a estabilidade do implante
ósseo e da placa, a migração dos parafusos, os sinais de consolidação das interfaces
osso/implante, a formação de calo ósseo e o aspecto do implante.
A união radiográfica foi considerada presente quando existia continuidade
cortical completa na interface osso/implante e os calos, periosteal e endosteal
apresentaram-se em remodelamento ativo.
Todos os exames radiográficos pós-operatórios foram avaliados através da tabela
(Tabela 1) proposta por Ehrhart et al. (2005) e adaptada para este trabalho, onde um
avaliador estabeleceu um escore de pontuação para estes exames. O avaliador foi um
experiente ortopedista e desconhecedor do grupo a que pertencia cada animal.
60
Tabela 1 – Escore para avaliação radiográfica proposto por Ehrhart et al. (2005) e
adaptado para avaliação de enxertos ou implantes ósseos corticais alógenos
em diáfise femoral de gatos domésticos.
Critérios para o escore Pts.
INCORPORAÇÃO/UNIÃO DO ENXERTO/IMPLANTE
Interface Proximal
Perda do detalhe da linha de osteotomia. 2
Linha de osteotomia ainda visível. 1
Linha de osteotomia larga. 0
Interface Distal
Perda do detalhe da linha de osteotomia. 2
Linha de osteotomia ainda visível. 1
Linha de osteotomia larga. 0
QUALIDADE ÓSSEA DO ENXERTO/IMPLANTE
Contorno do enxerto inalterado. 2
Presença de leve reabsorção da cortical, sem deformação e/ou fratura. 1
Marcante reabsorção da cortical, deformação e/ou fratura. 0
QUALIDADE DO OSSO RECEPTOR
Marcante formação de novo osso, com calo formando ponte óssea. 2
Formação de novo osso receptor, mas com ponte óssea pobre. 1
Sem produção de novo osso. 0
ASPECTO E FIXAÇÃO DA PLACA E PARAFUSOS
Implantes metálicos com aparência normal. 2
Lise ao redor dos parafusos. 1
Afrouxamento, migração ou quebra da placa e/ou parafusos 0
IMPRESSÃO GLOBAL DA CONSOLIDAÇÃO
União radiográfica. 2
Evidência radiográfica de calo, mas com união retardada. 1
Mínima ou sem evidência radiográfica de união. 0
Este mesmo avaliador observou também reação periosteal, remodelamento e
grau de reabsorção, de forma independente para as interfaces proximal e distal. Esta
avaliação foi feita a partir dos 15 dias de pós-operatório até o 180º dia, utilizando para
isto tanto o exame radiográfico crânio-caudal quanto o médio-lateral. Estas observações
61
foram classificadas em quatro níveis: ausente (0), discreta (1), moderada (2) ou intensa
(3).
No exame radiográfico do pós-operatório imediato, projeção médio-lateral,
foram estabelecidos os comprimentos do fêmur após implantação óssea cortical e do
implante ósseo utilizado, sendo calculada a proporção entre eles, que foi expressada em
porcentagem.
4.10 Avaliação deambulatória
Os animais foram avaliados quanto à deambulação de acordo com a tabela 2
diariamente nos primeiros 10 dias e semanalmente até completarem 180 dias de pós-
operatório sendo os dados registrados em uma ficha de avaliação.
Tabela 2 - Características clínicas dos cinco graus utilizados para apreciar o uso do
membro de gatos submetidos à substituição de segmento ósseo diafisário do
fêmur por implante ósseo cortical autógeno ou alógeno, baseadas na tabela
de características clínicas de recuperação proposta por Tudury e Raiser
(1985).
GRAU CARACTERÍSTICA
I Animal não se mantém em estação.
II Animal se mantém em estação, porém não apóia o membro.
III Apóia o membro em estação, porém não utiliza ao caminhar.
IV Uso claudicante do membro ao caminhar.
V Utiliza o membro sem qualquer restrição.
4.11 Avaliação macroscópica
Ao término do período de avaliações, foi realizada eutanásia em dois animais de
cada grupo, senda esta feita com cloreto de potássio
24
IV após anestesia geral com
tiopental sódico
25
também IV, conforme determina o Conselho Federal de Medicina
Veterinária na resolução nº 714 de junho de 2002. Os animais foram escolhidos através
de sorteio. Ao se remover o fêmur, foram observados, a existência de reação dos tecidos
moles, a formação de calo ósseo, a presença de infecção, o aspecto e a estabilidade da
24
Cloreto de potássio 10%, Isofarma Industrial Farmacêutica LTDA, Precabura Eusébio, CE.
25
Tiopental Sódico, Cristália Produtos Químicos e Farmacêuticos LTDA, Itapira, SP.
62
placa, dos parafusos e do implante ósseo. Após a placa e os parafusos serem removidos,
o fêmur foi fixado em formol a 10% por um período mínimo de 72 horas. O fêmur foi
seccionado transversalmente em três pontos: exatamente no meio do implante, 1,5 cm
acima da interface proximal e 1,5 cm abaixo da interface distal, restando assim dois
segmentos de três centímetros (Figura 9).
Três centímetros
Três centímetros
Interface proximal
Interface distal
Três centímetros
Três centímetros
Interface proximal
Interface distal
Estes segmentos foram seccionados longitudinalmente, sendo um dos lados
submetido à avaliação histológica e o outro permanecendo conservado em formol 10%,
como testemunho (Figura 10).
Figura 9 - Representação esquemática dos locais de secção óssea
transversal para posterior análise histopatológica nas
colorações de Hematoxilina e Eosina e Tricômio de
Masson.
63
4.12 Avaliação histológica
A avaliação histológica foi realizada no Setor de Patologia Veterinária da
Faculdade de Veterinária da UFRGS
Após identificação dos segmentos, estes foram recolocados em frascos contendo
formol a 10% e, posteriormente, foram descalcificados em solução de ácido nítrico a
10%. Os segmentos foram então processados pela técnica rotineira de inclusão em
parafina. Os cortes histológicos tinham a espessura de cinco micras e foram corados
pela técnica de Hematoxilina e Eosina (HE), e Tricômio de Masson (TM). O material
foi encaminhado para avaliação em microscópio óptico.
Nesta análise, foi verificada a presença ou não de união óssea em cada interface,
e realizada análise descritiva da reação periosteal, endosteal, inflamatória, taxa de
reabsorção e a revascularização do enxerto.
4.13 Análise estatística
A análise estatística foi realizada pela empresa MW Consultoria Ciêntífica. Os
dados foram digitados no programa Excel e posteriormente exportados para análise
estatística no programa SPSS (Statistical Package for Social Sciences) versão 14.0. Foi
utilizado para calcular o poder do estudo e comparação dos percentuais o programa
PEPI v.4.0. As variáveis quantitativas foram descritas pela média e desvio padrão e
comparadas pelo teste ANOVA seguido de Tukey para comparações múltiplas. Foi
considerado um nível de significância de 5% (p<0,05). A variável consolidação
(sim/não) foi comparada pelo teste Qui-quadrado realizando posteriormente as
Figura 10 - Representação esquemática
do local de secção óssea
longitudinal para posterior
análise histopatológica nas
colorações de Hematoxilina
e Eosina e Tricômio de
Masson.
64
comparações múltiplas dos percentuais. As variáveis categóricas foram representadas
graficamente.
65
5 RESULTADOS
5.1 Procedimento anestésico
A anestesia geral inalatória em circuito aberto, com isofluorano vaporizado em
oxigênio 100%, associada ao bloqueio epidural com lidocaína e morfina foi efetiva na
dessensibilização da região operada, permitindo manipulação adequada do membro e
sendo gastos de 10 a 15 ml de isofluorano em cada procedimento cirúrgico. O bloqueio
epidural permaneceu efetivo durante aproximadamente duas horas e a analgesia
proporcionada pela morfina permaneceu efetiva durante 24 horas, o que facilitou o
manejo pós-operatório, sendo necessário iniciar analgesia com tramadol apenas no dia
seguinte à cirurgia.
O tratamento da dor pós-operatória com tramadol (2° e 3º dia) e cetoprofeno
(três dias consecutivos) foi eficiente no controle da dor visto que os animais
apresentavam apoio parcial do membro e apetite normal.
5.2 Procedimento cirúrgico
A cirurgia mais demorada foi no grupo controle com 155 minutos e a mais
rápida foi no grupo congelado com 92 minutos. A média e o desvio padrão do tempo
cirúrgico nos diferentes grupos estão representados na figura 11. Houve diferença
estatística somente entre os grupos controle e liofilizado com relação ao tempo
cirúrgico.
O acesso lateral ao fêmur foi adequado, porém em alguns casos houve
necessidade de ampliação da incisão tanto proximal como distalmente devido ao
tamanho pequeno do osso em relação à placa. Em um dos animais do grupo controle
houve a necessidade de fazer artrotomia do joelho para adequada colocação da placa.
A serra oscilatória foi efetiva na realização das osteotomias na maioria dos casos
e foi considerado como um procedimento de rápida execução. Em um dos gatos
domésticos do grupo controle ocorreu a quebra de 0,5 cm no fragmento distal durante a
osteotomia, sendo neste caso utilizado parafuso monocortical para fixação da placa
(parafuso nº 6), também foi impossível proporcionar compressão entre os fragmentos
nesta região. No primeiro animal do grupo mel houve necessidade de ajustar o tamanho
66
do implante, já que o osso utilizado havia sido coletado de um animal submetido à
eutanásia para formação do banco de ossos e possuía tamanho maior que o necessário.
Durante a osteotomia do implante houve a quebra de um pequeno segmento, porém isto
não dificultou o procedimento (Figura 12B).
Em dois gatos domésticos ocorreu fissura longitudinal no fragmento distal do
fêmur durante a osteotomia, e, como não seria possível manter a mesma metodologia
para estabilização do implante, os animais foram substituídos e encaminhados para
doação (Figura 12A).
A preparação do implante através da remoção do periósteo com lâmina de
bisturi, e do endósteo e medula óssea com pino rosqueado associado à lavagem com
solução salina estéril, foi de rápida execução.
O procedimento de adaptação da placa com o implante ao leito receptor foi
considerado a parte mais trabalhosa da cirurgia, sendo também a que tomou o maior
tempo. No grupo controle, a adaptação foi mais fácil porque o implante encaixava-se
perfeitamente ao osso receptor. Nos demais grupos este encaixe foi mais difícil devido à
diferença de circunferência entre o implante e o osso receptor e a irregularidades na
linha de osteotomia.
Os implantes submetidos ao processo de conservação em congelador a -70°C
mantiveram o aspecto igual ao da coleta no momento de implantação (Figura 12C). Os
ossos conservados no mel apresentavam coloração amarelada, com pequenas porções do
conservante impregnadas no osso. Esta coloração permaneceu após o período de
reidratação em solução salina estéril, porém de uma forma mais sutil (Figura 12F). Não
houve diferença perceptível na resistência do osso receptor em relação ao implante
durante a confecção dos orifícios tanto no osso congelado como no conservado em mel.
Nos ossos liofilizados era possível perceber um aumento na porosidade do osso (Figura
12E), sendo que esta desapareceu após reidratação. Entretanto, foi percebido que na
confecção dos orifícios para os parafusos os implantes liofilizados apresentavam
resistência menor quando comparados com o osso receptor.
A confecção dos orifícios para os parafusos foi de fácil e rápida execução, bem
como a medição e a confecção da rosca. O tamanho dos parafusos variou de 10 a 20
mm, e a colocação foi facilmente executada na maioria das vezes. Os parafusos
colocados no osso receptor adjacente ao implante, proximal e distal, faziam compressão
na interface implante ósseo/leito receptor. Devido a diferenças de tamanho,
irregularidades e dificuldades de posicionamento, em alguns casos, a área de contato
67
entre o implante e o osso receptor não ocorreu em toda circuferência. Apesar disso, não
foram verificadas dificuldades de consolidação nesses casos.
Em um dos animais do grupo liofilizado a placa ficou posicionada crânio-
lateralmente (Figura 12G), pois esta posição permitiu uma melhor adaptação entre o
implante e o leito receptor. Neste animal não houve consolidação nas interfaces
proximal e distal e ocorreu formação de trato fistuloso e migração dos parafusos.
Tempo cirúrgico
131 129
118144,66 130,66
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
Grupo controle Grupo mel Grupo congelado Grupo Liofilizado Todos os grupos
Minutos
A sutura da fáscia lata com pontos de Sultan e fio poliglactina 910 3-0, a
reaproximação do tecido subcutâneo com sutura contínua simples e o mesmo fio e a
sutura de pele com fio mononáilon 3-0 e pontos isolados simples, foram de rápida
execução e efetivas, visto que nenhum dos animais apresentou deiscência de sutura.
Figura 11 - Representação gráfica do tempo cirúrgico médio e desvio padrão dos
procedimentos de implantação óssea cortical homóloga ou alógena em
fêmur de gatos domésticos dos grupos controle, mel, congelado e
liofilizado, bem como o tempo médio da cirurgia e desvio padrão de
todos os grupos.
68
5.3 Avaliação clínica
Apenas um animal conseguiu retirar o colar elizabetano e remover dois pontos
de pele produzindo deiscência de sutura com um centímetro, sendo que esta cicatrizou
por segunda intenção em 10 dias. Dez animais apresentaram edema no membro
Figura 12 – A) Imagem da placa e parafusos na implantação óssea cortical do gato
doméstico número 18 evidenciando a ausência de um parafuso no fragmento
receptor distal (seta azul). B) Implante ósseo cortical alógeno utilizado na
gata 13, onde é possível identificar a falta de uma porção com 0,5 cm. C)
Implante ósseo cortical alógeno conservado em frezzer a -70°C, após
reidratação. D) Implante ósseo cortical autógeno imediatamente antes da
implantação. E) Implante ósseo cortical alógeno liofilizado, após reidratação.
F) Implante ósseo cortical alógeno conservado em mel, após reidratação. G)
Implante ósseo cortical alógeno fixado ao leito receptor por placa de
compressão dinâmica (DCP) e oito parafusos corticais colocados na face
crânio-lateral do fêmur gato doméstico.
69
operado, sendo dois do GC, três do GM, quatro do GCO e um do GL, que perduraram
por dois a seis dias. Dos gatos que apresentaram edema, três animais não apresentaram
consolidação satisfatória, sendo um do GM, um do GL e um do GCO.
Três gatos domésticos apresentaram rotação externa do joelho no membro
operado durante a deambulação, permanecendo desta forma por um período que variou
de 14 a 40 dias após a cirurgia. Destes uma gata era do GM, uma do GCO (não
consolidou a interface distal) e uma do GL (não consolidou a interface proximal).
Um gato doméstico do grupo liofilizado apresentou trato fistuloso, na região
dorsal do membro operado próximo ao trocânter maior, do 21º ao 42º dias de pós-
operatório. Deste houve drenagem de secreção purulenta no início e posteriormente
serossanguinolenta. O tratamento constou de enrofloxacina e limpeza com solução
fisiológica.
Uma gata do grupo mel apresentou luxação medial de patela grau III no membro
operado após 35 dias da cirurgia. Esta luxação foi corrigida com sulcoplastia,
desmotomia e imbricação da cápsula articular, mas após quatro semanas da cirurgia
houve recidiva da luxação. Foi identificada no exame radiográfico pós-operatório
subluxação medial de patela em um animal do grupo controle a partir dos 90 dias, sendo
diagnosticado luxação de patela grau I no exame clínico. Porém, esta gata não
apresentava claudicação nem dor à palpação.
5.4 Avaliação deambulatória
Não foi observada claudicação incapacitante em nenhum dos animais avaliados.
Todos apresentaram deambulação adequada logo após a cirurgia e mantiveram ou
melhoraram a deambulação ao longo do tempo de avaliação. Nos gatos domésticos que
apresentaram alguma dificuldade de deambulação após 30 dias da cirurgia, esta estava
relacionada à excessiva movimentação durante a limpeza da gaiola ou a luxação de
patela, que ocorreu em um gato doméstico do grupo mel. As figuras 13, 14, 15 e 16
demonstram o grau de deambulação nos grupos controle, mel, congelado e liofilizado,
respectivamente.
70
GRAU DE DEAMBULAÇÃO - GRUPO CONTROLE
0
1
2
3
4
5
6
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 14 42 70 98 126 154 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
GRAU V
GRAU IV
GRAU III
GRAU II
GRAU I
GRAU DE DEAMBULAÇÃO - GRUPO MEL
0
1
2
3
4
5
6
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 14 42 70 98 126 154 180
Dias após a cirurgia
Número de felino
s
GRAU V
GRAU IV
GRAU III
GRAU II
GRAU I
Figura 13 - Representação gráfica do grau de deambulação dos gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical autógeno até 180
dias de pós-operatório.
Figura 14 - Representação gráfica do grau de deambulação dos gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno conservado
em mel até 180 dias de pós-operatório.
71
GRAU DE DEAMBULAÇÃO - GRUPO CONGELADO
0
1
2
3
4
5
6
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 14 42 70 98 126 154 180
Dias após a cirurgia
Número de felino
s
GRAU V
GRAU IV
GRAU III
GRAU II
GRAU I
GRAU DE DEAMBULAÇÃO - GRUPO LIOFILIZADO
0
1
2
3
4
5
6
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 14 42 70 98 126 154 180
Dias após a cirurgia
Número de felino
s
GRAU V
GRAU IV
GRAU III
GRAU II
GRAU I
Figura 15 - Representação gráfica do grau de deambulação dos gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno conservado
em congelador a -70°C até 180 dias de pós-operatório.
Figura 16 - Representação gráfica do grau de deambulação dos gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno liofilizado
até 180 dias de pós-operatório.
72
5.5 Avaliação radiográfica
Apesar da sedação, alguns animais permaneciam com atividade e isto dificultou
o correto posicionamento radiográfico em alguns casos. A projeção crânio-caudal
permitia melhor visualização das interfaces implante ósseo/receptor.
Na projeção médio-lateral a placa e os parafusos encobriram a maior parte do
osso, podendo ser vista, na maioria dos casos, uma pequena porção da interface
implante ósseo/receptor nos orifícios em que não foram colocados parafusos. Esta
posição permitia uma aproximação maior do membro operado à película radiográfica,
diminuindo a magnificação da imagem. O tamanho do fêmur, do implante e a
porcentagem entre eles estão relacionadas na tabela 3, sendo encontrada diferença
estatística entre os grupos controle e congelado na porcentagem entre o comprimento do
fêmur e do implante.
Tabela 3 - Médias e desvios padrões do comprimento do fêmur e do implante nos gatos
dos grupos controle, mel, congelado, liofilizado e de todos os grupos, bem
como o percentual e desvio padrão do implante em relação ao fêmur.
Valores obtidos no exame radiográfico do pós-operatório imediato na
projeção médio-lateral.
Grupo Comprimento do
fêmur (cm)
Comprimento do
implante (cm)
Porcentagem
(implante:fêmur)
Controle
9,8 +
0,21 2,88 + 0,07 29,38% + 0,80
Mel
9,71 + 0,33 2,93 + 0,10 30,15% + 0,76
Congelado
9,56 +
0,28 2,95 + 0,05 30,82% + 1,13
Liofilizado
9,76 +
0,32 3,0 + 0,06 30,68% + 0,71
Todos
9,70 +
0,10 2,94 + 0,08 30,26% + 0,99
5.5.1 Grupo controle
Nos dois animais sorteados para necropsia foram feitos exames radiográficos
após a retirada da placa e dos parafusos e ficou evidenciada a completa incorporação
nas interfaces proximal e distal da gata quatro e na interface proximal da gata um,
73
ocorrendo não-união na interface distal desta gata, porém com formação de ponte óssea
(Figura 17).
Neste grupo todas as cirurgias resultaram em implantes adequadamente
alinhados com os ossos receptores (Figuras 18, 19, 20, 21, 22 e 23).
Na gata número um houve reabsorção do osso ao redor dos parafusos quatro e
sete, sendo que o parafuso quatro migrou aos 150 dias de PO (Figura 18F). Na gata oito
houve reabsorção na interface proximal junto à placa (Figura 23D) e na gata cinco
ocorreu reabsorção entre os parafusos seis e sete (Figura 22E).
A reação periosteal foi mais evidente até os 90 dias de pós-operatório nas
interfaces proximal e distal. Não houve remodelamento intenso durante o período de
Figura 17 – Imagem radiográfica nas projeções crânio-
caudal e médio-lateral da implantação óssea
cortical homóloga nos gatos domésticos
submetidos à eutanásia do grupo controle
(GCG1 e GCG4) com 180 dias de pós-
operatório sem placa e parafusos,
evidenciando o local de não-união (seta
azul). A) crânio-caudal gata um; B) médio-
lateral gata um; C) crânio-caudal gata quatro;
D) médio-lateral gata quatro.
74
avaliação em ambas as interfaces e apenas um animal apresentou reabsorção na
interface proximal aos 75 dias de pós-operatório (Figura 23D), sendo o remodelamento
considerado ausente na maioria das avaliações.
Figura 18 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical autógena do gato doméstico número um do grupo controle em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 19 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical autógena do gato doméstico número dois do grupo controle em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
75
Figura 20 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical autógena do gato doméstico número três do grupo controle em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 21 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical autógena do gato doméstico número quatro do grupo controle em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
76
Figura 22 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical autógena do gato doméstico número cinco do grupo controle em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 23 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical autógena do gato doméstico número oito do grupo controle em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
77
A avaliação dos exames radiográficos em relação à reação periosteal,
remodelamento e grau de reabsorção estão representados nas figuras 24, 25, e 26
respectivamente.
Reação periosteal - grupo controle
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Reação periosteal - grupo controle
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Remodelamento -
g
rupo controle
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Remodelamento -
g
rupo controle
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Grau de reabsorção -
g
rupo controle
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Grau de reabsorção -
g
rupo controle
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Figura 24 - Representação gráfica do grau de reação periosteal identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical autógeno.
Figura 25 - Representação gráfica do grau de remodelamento identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical autógeno.
Figura 26 - Representação gráfica do grau de reabsorção identificada por avaliador
imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical autógeno.
78
A incorporação neste grupo foi de 100% (6/6) na interface proximal, com tempo
médio para incorporação de 80 dias, e 83,3% (5/6) na interface distal, com tempo médio
de 87 dias, onde um animal não apresentou incorporação (Figura 27).
Tempo de incorporação - grupo controle
0
1
2
3
60 75 90 105 120 Não - União
Dias de pós-oparatório
Número de interfaces
Interf ac e
proximal
Interf ac e
distal
5.5.2 Grupo mel
Nas duas gatas submetidas à eutanásia houve completa incorporação tanto na
interface proximal como na distal (Figura 28).
Nos seis procedimentos realizados neste grupo os animais tiveram bom
alinhamento entre o osso receptor e o implante (Figuras 29, 30, 31, 32, 33 e 34), em um
animal ocorreu a quebra de um pequeno fragmento do implante, porém isso não
resultou em perda de alinhamento mas impossibilitou que houvesse contato entre leito
receptor/implante em toda a circunferência óssea, na interface proximal.
Uma gata apresentou luxação medial de patela no membro operado aos 75 dias
de pós-operatório, sendo essa corrigida cirurgicamente. Após 30 dias do procedimento
houve recidiva da luxação, entretanto, optou-se em não reintervir.
Figura 27 - Representação gráfica do tempo de incorporação identificada por avaliador
imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos submetidos
à implantação de segmento ósseo cortical autógeno.
79
Ocorreu formação de calo ósseo exuberante em três gatos domésticos (Figuras
29, 33 e 34), todos na interface distal. Em uma gata foi identificada reabsorção ao redor
dos parafusos do implante ósseo com 90 dias (Figura 30D) de PO e, com 150 dias de
pós-operatório foi identificada reabsorção ao redor do quinto parafuso e, com maior
intensidade, na região proximal do implante ósseo (Figuras 30F e G).
Em dois animais foram visualizados parafusos soltos, sendo o primeiro e o sexto
aos 90 dias de pós-operatório em uma gata (Figura 31D) e o terceiro aos 120 dias de PO
no outro gato doméstico (Figura 33E). Em outro animal a placa afastou-se do osso
receptor distal 120 dias após a cirurgia (Figura 31E).
Figura 28 – Imagem radiográfica nas projeções crânio-caudal e
médio-lateral da implantação óssea cortical alógena
nos gatos domésticos submetidos à eutanásia do grupo
mel (GMG16 e GMG19) com 180 dias de PO sem
placa e parafusos. A) crânio-caudal gata 16; B) médio-
lateral gata 16; C) crânio-caudal gata 19; D) médio-
lateral gata 19.
80
Figura 29 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 11 do grupo mel em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 30 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 13 do grupo mel em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
81
Figura 31 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 15 do grupo mel em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 32 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 16 do grupo mel em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
82
Figura 33 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 17 do grupo mel em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 34 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 19 do grupo mel em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
83
A avaliação dos exames radiográficos em relação à reação periosteal,
remodelamento e grau de reabsorção estão representados nas figuras 35, 36 e 37,
respectivamente.
Reação periosteal - grupo mel
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Reação periosteal - grupo mel
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Remodelamento -
g
rupo mel
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Proximal Distal
Remodelamento -
g
rupo mel
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Proximal Distal
Grau de reabsorção -
g
rupo mel
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Proximal Distal
Grau de reabsorção -
g
rupo mel
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Proximal Distal
Figura 35 - Representação gráfica do grau de reação periosteal identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno
conservado em mel.
Figura 36 - Representação gráfica do grau de remodelamento identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno
conservado em mel.
Figura 37 - Representação gráfica do grau de reabsorção identificada por avaliador
imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno conservado
em mel.
84
A incorporação neste grupo foi de 83,3% (5/6) na interface proximal, com tempo
médio para incorporação de 105 dias e 66,6% (4/6) na interface distal, com tempo
médio de 105 dias (Figura 38).
Tempo de incorporação - grupo mel
0
1
2
3
75 90 105 120 135 150 Não - União
Dias de pós-oparatório
Número de interfaces
Inter f ac e
proximal
Inter f ac e
distal
5.5.3 Grupo congelado
Nos dois animais submetidos à eutanásia foi possível verificar após a retirada da
placa e dos parafusos perfeita incorporação nas interfaces proximais. Em um dos
animais a interface distal estava incorporada enquanto que no outro animal não houve
incorporação na interface distal ficando evidente uma intensa reabsorção (Figura 39).
Houve alinhamento adequado do implante em quatro animais deste grupo, em
dois casos o alinhamento na interface distal não ficou perfeito, resultando em um
contato implante ósseo/receptor que não envolvia toda a circunferência óssea (Figuras
40, 41, 42, 43, 44 e 45).
Em um animal a placa ficou muito longa no fragmento receptor distal e nesta
região não ocorreu um bom contato entre a placa e o osso (Figura 43). O sexto parafuso
Figura 38 - Representação gráfica do tempo de incorporação identificada por avaliador
imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos submetidos
à implantação de segmento ósseo cortical alógeno conservado em mel.
85
ficou muito próximo da interface distal em duas gatas, menos de 0,5 cm de distância
(Figuras 43 e 44).
Ocorreu reabsorção ao redor do sétimo parafuso em um gato doméstico. Neste
mesmo animal houve deslocamento do osso receptor distal em relação à placa, ficando
os parafusos seis, sete e oito soltos e o membro sem alinhamento (Figura 43). Em duas
gatas ficou evidenciada pequena reabsorção do osso próximo à placa sendo uma na
interface proximal (Figura 42) e outra na interface distal (Figura 43D).
Na interface distal de um gato doméstico foi diagnosticada intensa reabsorção,
tanto no osso receptor quanto no implantado (Figura 44) e em outro animal houve
reabsorção na região central do implante próximo a placa (Figura 45E, F e G).
Figura 39 – Imagem radiográfica nas projeções crânio-caudal e
médio-lateral da implantação óssea cortical alógena
nos gatos domésticos submetidos à eutanásia do grupo
congelado (GCOG1 e GCOG4) com 180 dias de pós-
operatório sem placa e parafusos evidenciando não-
união (seta azul). A) crânio-caudal gata sete; B) médio-
lateral gata sete; C) crânio-caudal gata 14; D) médio-
lateral gata 14.
86
Figura 40 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número seis do grupo congelado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 41 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número sete do grupo congelado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
87
Figura 42 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número nove do grupo congelado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 43 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 10 do grupo congelado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
88
Figura 44 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 14 do grupo congelado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 45 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 20 do grupo congelado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
89
A avaliação dos exames radiográficos em relação à reação periosteal,
remodelamento e grau de reabsorção estão representados nas figuras 46, 47 e 48,
respectivamente.
Reação periosteal - grupo congelado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Reação periosteal - grupo congelado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Remodelamento -
g
rupo con
g
elado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Remodelamento -
g
rupo con
g
elado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Grau de reabsorção -
g
rupo con
g
elado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Grau de reabsorção -
g
rupo con
g
elado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Figura 46 - Representação gráfica do grau de reação periosteal identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno
conservado em congelador a -70ºC.
Figura 47 - Representação gráfica do grau de remodelamento identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno
conservado em congelador a -70°C.
Figura 48 - Representação gráfica do grau de reabsorção identificada por avaliador
imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno conservado
em congelador a -70°C.
90
A incorporação neste grupo foi de 100% (6/6) na interface proximal, com tempo
médio para incorporação de 75 dias e 66,6% (4/6) na interface distal, com tempo médio
de 82,5 dias (figura 49).
Tempo de incorporação - grupo congelado
0
1
2
3
45 60 75 90 105 Não - União
Dias de pós-oparatório
Número de interfaces
Inter f ac e
proximal
Inter f ac e
distal
5.5.4 Grupo liofilizado
Nos dois animais submetidos à eutanásia não foi identificada incorporação do
implante nas interfaces proximal e distal (Figura 50).
Figura 49 - Representação gráfica do tempo de incorporação identificada por avaliador
imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos submetidos
à implantação de segmento ósseo cortical alógeno conservado em
congelador a -70ºC.
91
O alinhamento foi considerado satisfatório em cinco animais no PO imediato,
ficando apenas a interface distal de uma gata com contato implante ósseo/osso receptor
não preenchendo toda a circunferência do osso (Figuras 51, 52, 53, 54, 55 e 56).
A placa foi colocada na superfície crânio-lateral do fêmur em um dos animais
(Figura 54). Ocorreu fissura longitudinal do implante em dois animais (gatas 25 e 26),
sendo isto identificado no exame radiográfico do PO imediato na gata 25 e com 15 dias
de PO na gata 26. Na gata 24 foi identificada fissura longitudinal no osso receptor
proximal no exame radiográfico com 30 dias.
Figura 50 – Imagem radiográfica nas projeções crânio-caudal e
médio-lateral da implantação óssea cortical alógena
nos gatos domésticos submetidos à eutanásia do
grupo liofilizado (GLG21 e GLG24) com 180 dias
de pós-operatório sem placa e parafusos. A) crânio-
caudal gata 21; B) médio-lateral gata 21; C) crânio-
caudal gata 24; D) médio-lateral gata 24.
92
Houve migração dos parafusos de quatro gatas em diferentes períodos do pós-
operatório. Na gata 22 o quarto parafuso migrou com 105 dias de pós-operatório, o
terceiro e o sétimo com 120 dias e o quinto e sexto aos 150 dias de pós-operatório.
Neste mesmo animal foi identificada reabsorção óssea ao redor dos parafusos três,
quatro e cinco com 75 dias de pós-operatório (Figura 52).
No animal 24 os parafusos dois e três migraram com 30 dias de pós-operatório,
o primeiro parafuso migrou com 45 dias e aos 75 dias migrou o parafuso quatro. O eixo
do osso ficou comprometido, pois apenas a interface distal manteve-se alinhada (Figura
54C). A gata 26 apresentou migração apenas do parafuso três aos 165 dias de pós-
operatório.
No gato doméstico 25 o parafuso número três migrou com 15 dias de pós-
operatório, o 2 com 30 dias, o seis e o sete com 45 dias, o quatro com 60 dias, o cinco
com 90 dias e o primeiro com 120 dias de pós-operatório. O implante apresentou grande
deslocamento com apenas 15 dias de pós-operatório, porém não houve perda do eixo
normal do osso e a placa deslocou-se após 75 dias da cirurgia (Figura 55).
Em dois animais ocorreu reabsorção intensa do implante tanto na interface
proximal quanto na distal (Figuras 52 e 55) e em uma delas houve reabsorção ao redor
dos parafusos três, quatro e cinco (Figura 52). Em uma gata houve reabsorção intensa
somente na interface proximal (Figura 56) e em outra somente na interface distal, sendo
que nesta gata também foi observado reabsorção do implante ao redor dos parafusos
(Figura 51).
Calo ósseo exuberante foi identificado em duas gatas, abrangendo todo o osso
receptor proximal e parte do implante (Figuras 54 e 55).
93
Figura 51 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 21 do grupo liofilizado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 52 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 22 do grupo liofilizado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
94
Figura 53 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 23 do grupo liofilizado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G
)
180 dias de
p
ós-o
p
eratório.
Figura 54 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 24 do grupo liofilizado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
95
Figura 55 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 25 do grupo liofilizado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
Figura 56 – Imagem radiográfica na projeção crânio-caudal da implantação óssea
cortical alógena do gato doméstico número 26 do grupo liofilizado em
diferentes períodos do pós-operatório. A) Pós-operatório imediato; B) 30
dias de pós-operatório; C) 60 dias de pós-operatório; D) 90 dias de pós-
operatório; E) 120 dias de pós-operatório; F) 150 dias de pós-operatório;
G) 180 dias de pós-operatório.
96
A avaliação dos exames radiográficos em relação à reação periosteal,
remodelamento e grau de reabsorção estão representados nas figuras 57, 58 e 59,
respectivamente.
Reação periosteal - grupo liofilizado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Reação periosteal - grupo liofilizado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Remodelamento -
g
rupo liofilizado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Remodelamento -
g
rupo liofilizado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Grau de reabsorção -
g
rupo liofilizado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Grau de reabsorção -
g
rupo liofilizado
0
1
2
3
4
5
6
15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias após a cirurgia
Número de felinos
Intenso
Moderado
Discreto
Ausente
Interface proximal Interface distal
Figura 57 - Representação gráfica do grau de reação periosteal identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno liofilizado.
Figura 58 - Representação gráfica do grau de remodelamento identificada por
avaliador imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno
liofilizado.
Figura 59 - Representação gráfica do grau de reabsorção identificada por avaliador
imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos
submetidos à implantação de segmento ósseo cortical alógeno liofilizado.
97
A incorporação neste grupo foi de 16,6% (1/6) na interface proximal, onde em
um animal houve incorporação aos 150 dias de pós-operatório e em cinco animais não
ocorreu incorporação do implante e 33,3% (2/6) na interface distal, com tempo médio
de 105 dias, onde quatro animais não incorporaram o implante (Figura 60).
Tempo de incorporação - grupo liofilizado
0
1
2
3
4
5
60 150 Não - União
Dias de pós-oparatório
Número de interfaces
Interf ac e
proximal
Interf ac e
distal
5.5.5 Avaliação da pontuação radiográfica
Em relação à incorporação/união na interface proximal os resultados dos grupos
controle e congelado foram semelhantes, pois ambos apresentaram consolidação nesta
interface em todos os animais. No grupo mel houve apenas um animal que apresentou
não-união nesta interface e com isso o grupo alcançou pontuação máxima de 11 pontos.
Já no grupo liofilizado a pontuação foi bem inferior aos outros grupos, pois apenas um
animal obteve consolidação nesta interface (Figura 61).
Figura 60 - Representação gráfica do tempo de incorporação identificada por avaliador
imparcial nas interfaces proximal e distal em gatos domésticos submetidos
à implantação de segmento ósseo cortical alógeno liofilizado.
98
Na interface distal os grupos controle, mel e congelado mostraram pontuações
próximas no que diz respeito à incorporação/união na interface distal, pois no controle
um animal não obteve consolidação, enquanto que no congelado e mel isto ocorreu em
dois animais. Com relação ao grupo liofilizado, esta pontuação foi menor, pois apenas
dois animais apresentaram união adequada (Figura 62).
No item qualidade óssea do implante os animais iniciaram com pontuação
próxima do máximo e ela caía de acordo com a visualização de complicações como
quebra ou reabsorção. Os grupos controle, mel e congelado mantiveram pontuação alta,
pois apresentaram poucas complicações referentes ao implante, porém, houve uma
queda grande no grupo liofilizado, pois neste grupo ocorreram duas fraturas do implante
e reabsorção em quase todos os animais (Figura 63).
A qualidade do osso receptor foi avaliada normalmente partindo da pontuação
mínima e esta aumentava com a resposta do osso ao implante ósseo ocorrendo ou não
formação de calo ósseo. Este item revelou uma discrepância um pouco maior entre os
grupos controle, mel e congelado, ficando a pontuação do grupo controle próxima do
liofilizado apesar dos resultados de consolidação diferentes, isto porque a consolidação
no grupo controle se dava sem a formação de calo ósseo exuberante, diferente dos
grupos mel e congelado onde a formação de calo ósseo foi mais intensa (Figura 64).
Na pontuação atribuída aos implantes metálicos (placa e parafusos), como não
ocorreram complicações significativas nos grupos controle, mel e congelado, esta
permaneceu próxima do máximo. No entanto, o grupo liofilizado apresentou um
decréscimo grande nesta pontuação, pois houve falha grave dos implantes metálicos em
dois animais (Figura 65).
Os animais só obtiveram pontuação máxima no item impressão global da
osteossíntese quando havia consolidação em ambas as corticais. Dessa forma, os grupos
controle, mel e congelado onde isto ocorreu em cinco, quatro e quatro animais
respectivamente, apresentaram pontuação relativamente próxima. No grupo liofilizado a
consolidação em duas interfaces somente ocorreu em um animal e a pontuação ficou
baixa na relação com os outros grupos (Figura 66).
99
Incorporação/união do implante - interface proximal
0
2
4
6
8
10
12
14
PO 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias
Pontos
CONTRO
MEL
CONG
LIOFILZ
Incorporação/união do implante - interface distal
0
2
4
6
8
10
12
PO 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias
Pontos
CONTRO
MEL
CONG
LIOFILZ
Figura 62 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador imparcial
através do escore para avaliação radiográfica proposto por Ehrhart et al.
(2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou implantes ósseos
corticais alógenos em diáfise femoral de gatos domésticos no item
incorporação/união do implante na interface distal.
Figura 61 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador imparcial
através do escore para avaliação radiográfica proposto por Ehrhart et al.
(2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou implantes ósseos
corticais alógenos em diáfise femoral de gatos domésticos no item
incorporação/união do implante na interface proximal.
100
Qualidade óssea do implante
0
2
4
6
8
10
12
14
PO 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias
Pontos
CONTRO
MEL
CONG
LIOFILZ
Qualidade do osso receptor
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
PO 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias
Pontos
CONTRO
MEL
CONG
LIOFILZ
Figura 63 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador imparcial
através do escore para avaliação radiográfica proposto por Ehrhart et al.
(2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou implantes ósseos
corticais alógenos em diáfise femoral de gatos domésticos no item
qualidade óssea do implante.
Figura 64 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador imparcial
através do escore para avaliação radiográfica proposto por Ehrhart et al.
(2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou implantes ósseos
corticais alógenos em diáfise femoral de gatos domésticos no item
qualidade do osso receptor.
101
Aspecto e fixação da placa e parafusos
0
2
4
6
8
10
12
14
PO 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias
Pontos
CONTRO
MEL
CONG
LIOFILZ
Impressão global da consolidação
0
2
4
6
8
10
12
PO 15 30 45 60 75 90 105 120 135 150 165 180
Dias
Pontos
CONTRO
MEL
CONG
LIOFILZ
Figura 65 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador imparcial
através do escore para avaliação radiográfica proposto por Ehrhart et al.
(2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou implantes ósseos
corticais alógenos em diáfise femoral de gatos domésticos no item
aspecto da fixação da placa e parafusos.
Figura 66 - Representação gráfica da pontuação atribuída por avaliador imparcial
através do escore para avaliação radiográfica proposto por Ehrhart et al.
(2005) e adaptado para avaliação de enxertos ou implantes ósseos
corticais alógenos em diáfise femoral de gatos domésticos no item
impressão global da consolidação.
102
5.6 Análise estatística
Não foi encontrada diferença estatística entre os grupos quando foram
comparados: tempo de incorporação na interface proximal, tempo de incorporação na
interface distal, peso dos animais, comprimento do fêmur e comprimento do implante.
As variáveis categóricas: deambulação, reação periosteal, reabsorção, remodelamento,
bem como a pontuação dos exames radiográficos, atribuídas através do escore já citado
foram representadas graficamente. As variáveis onde houve diferença significativa estão
representadas na tabela 4.
Tabela 4: Valores médios das variáveis: tempos de cirurgia, porcentagem: comprimento
do fêmur/comprimento do implante, porcentagem dos implantes com
consolidação.
Variáveis Controle Mel Congelado Liofilizado P
Tempo de cirurgia (min.) 144,66
a
131
a,b
129
a,b
118
b
0,011
Porcentagem:
comp.fêmur/comp.implante
29,38%
a
30,15%
a,b
30,82%
b
30,68%
a,b
0,04
Porcentagem de interfaces
com consolidação.
91,7%
a
75%
a,b
83,3%
a
25%
b
0,002
a,b: letras iguais correspondem a grupos iguais, letras diferentes correspondem a grupos diferentes
103
5.7 Avaliação macroscópica
5.7.1 Grupo controle
No grupo controle foram submetidos à eutanásia os animais um e quatro.
No gato doméstico um houve aderência de tecidos moles ao longo do osso, não
sendo observada reação periosteal intensa. Durante a retirada dos parafusos e da placa,
observou-se que os parafusos um, dois, seis e sete encontravam-se firmes, os parafusos
três, quatro, cinco e oito estavam móveis, porém houve necessidade de girá-los para
retirada. A placa estava aderida ao osso e recoberta por uma fina camada de tecido
fibroso. Após a retirada da placa foram avaliadas as interfaces proximal e distal em
relação à mobilidade. Neste animal, as interfaces proximal e distal encontravam-se
firmes, não sendo possível diferenciar o osso receptor do implantado (Figura 67A e B).
No gato doméstico quatro todos os parafusos estavam fixados ao osso de forma
firme, e recobertos por uma camada fina de tecido fibroso, sendo também observada
aderência de tecidos moles ao longo da região. A placa estava aderida ao osso e, ao
retirá-la, não foi identificada diferença de coloração entre o osso receptor e o
implantado, estando as interfaces proximal e distal sem mobilidade (Figura 67C e D).
5.7.2 Grupo mel
No grupo mel foram submetidos à eutanásia os animais 16 e 19.
No animal 16 foi identificada uma quantidade grande de tecido mole (músculo e
tecido fibroso) aderida à placa e ao osso. Os parafusos um, dois, três, seis, sete e oito,
que fixavam a placa ao osso receptor estavam firmes, já os parafusos quatro e cinco, que
fixavam a placa ao implante, estavam soltos, porém foi necessário girá-los durante a
remoção. A placa estava firme, principalmente devido à presença de tecido mole
adjacente. Havia reação periosteal não muito intensa tanto na interface proximal quanto
na interface distal, sendo possível diferenciar a osso receptor do osso implantado na
interface distal devido à diferença de coloração. Tanto a interface proximal quanto a
distal encontravam-se sem mobilidade (Figura 67E e F).
No animal 19 havia grande quantidade de tecido fibroso envolvendo a placa e o
implante. Todos os parafusos encontravam-se adequadamente firmes e a placa estava
104
aderida ao osso, pois ocorreu crescimento ósseo sobre a placa, sendo difícil a sua
remoção. Havia reação periosteal intensa nas interfaces proximal e distal,
principalmente na região caudo-medial do fêmur e estas encontravam-se sem
mobilidade. Foi possível diferenciar o osso receptor do osso implantado, pois o último
apresentava uma coloração mais clara (Figura 67G e H).
5.7.3 Grupo congelado
No grupo congelado foram submetidos à eutanásia os animais sete e 14.
Na gata número sete havia moderada quantidade de tecido mole e fibroso
aderidos à placa e ao osso, apenas o parafuso cinco estava solto, sendo necessário
rosquear no momento da retirada. A placa não estava aderida ao osso, mas estava firme
devido à presença de tecido mole adjacente. Não havia mobilidade nas interfaces
proximal e distal, porém estas apresentavam uma coloração diferente dos ossos receptor
e implantado. Não foi percebida reação periosteal intensa em nenhuma das interfaces
(Figura 68A e B).
O animal número 14 apresentava grande quantidade de tecidos mole e fibroso
aderidos à placa e ao osso, sendo difícil a localização dos parafusos. Apenas o parafuso
cinco estava solto, sendo necessário girá-lo na retirada. Todos os outros parafusos
estavam adequadamente firmes, bem como a placa, que estava fixada ao osso por tecido
fibroso. A interface proximal estava firme e não apresentou reação periosteal intensa,
porém apresentava coloração diferente quando comparada ao restante do osso. A
interface distal apresentava mobilidade e, apesar de ter aumento de volume nesta região,
este não provinha estabilidade à interface distal (Figura 68C e D).
5.7.4 Grupo liofilizado
No grupo liofilizado foram submetidos à eutanásia os animais 21 e 24.
A gata 21 apresentou grande quantidade de tecido mole e fibroso aderido à placa
e ao osso, sendo difícil a visualização dos parafusos. No momento da retirada, os
parafusos um, dois, três, quatro e cinco estavam soltos, porém foi necessário girá-los. Já
os parafusos seis, sete e oito estavam firmes. A placa estava solta, sendo facilmente
removida após a retirada dos parafusos. Havia reação periosteal nas interfaces proximal
e distal, porém com maior intensidade na distal e elas encontravam-se firmes, sem
105
mobilidade. As interfaces estavam com uma coloração mais escura que o osso receptor
e o implante apresentava áreas amareladas (Figura 68E e F).
Na gata 24 havia uma quantidade muito grande de tecido mole ao redor de todo
o osso e uma intensa reação periosteal tanto na interface proximal quanto na distal. Foi
difícil localizar a placa e os parafusos, sendo que os parafusos três, quatro, cinco e seis
estavam soltos. Os demais parafusos também estavam soltos, porém foi preciso girá-los
na hora da retirada. A placa estava solta e tanto a interface proximal quanto a distal
apresentavam mobilidade. O osso implantado estava com uma coloração mais escura
em relação os osso receptor e no local de fixação dos parafusos havia dois orifícios
grandes com tecido enegrecido em volta. Este foi o animal que apresentou trato
fístuloso no pós-operatório, conforme mencionado anteriormente (Figura 68G e H).
106
Figura 67 – Imagem do fêmur dos gatos domésticos submetidos à eutanásia após
implantação óssea cortical autógena ou alógena dos grupos controle
(GCG1 e GCG4) e mel (GMG16 e GMG19), respectivamente. Com 180
dias de pós-operatório e após remoção de grande parte dos tecidos moles e
da placa com os parafusos. A) cranial gata um; B) lateral gata um; C)
cranial gata quatro; D) lateral gata quatro; E) cranial gata 16; F) lateral gata
16; G) cranial gata 19; H) lateral gata 19.
Figura 68 – Imagem do fêmur dos gatos domésticos submetidos à eutanásia após
implantação óssea cortical alógena dos grupos congelado (GCOG7 e
GCOG14) e liofilizado (GLG21 e GLG24). Com 180 dias de pós-
operatório e após remoção de grande parte dos tecidos moles e da placa
com os parafusos. A) cranial gata sete; B) lateral gata sete; C) cranial gata
14; D) lateral gata 14; E) cranial gata 21; F) lateral gata 21; G) cranial gata
24; H) lateral gata 24.
107
5.8 Avaliação histológica
Foi realizada a análise histológica de amostras dos enxertos submetidos às
diferentes formas de conservação, buscando avaliar a incorporação do tecido enxertado
ao receptor.
5.8.1 Grupo controle
No grupo controle, pôde ser observada a remodelação tecidual através da
formação de discretos focos de cartilagem na interface proximal da gata quatro,
havendo dificuldade na diferenciação histológica entre o implante e o osso do receptor.
Na interface proximal da gata um, evidenciou-se presença de fibrose e ativação do
periósteo, entretanto, na interface distal, não foi identificada a incorporação do enxerto,
o que possibilitou a diferenciação entre o tecido ósseo implantado e o receptor através
da visualização de áreas de necrose, fibrose e tecido cartilaginoso (Figura 69).
5.8.2 Grupo mel
Submetidas à conservação em mel, as amostras de dois animais demonstraram a
boa incorporação do implante onde, em muitos casos, não foi possível observar a
transição entre osso normal e implantado após o período experimental. Foi observada
ativação do periósteo na extremidade proximal da gata 16 e áreas de formação de
cartilagem na interface distal do implante ósseo, no mesmo animal. As interfaces
correspondentes à gata 19 apresentaram boa incorporação, havendo união completa
entre implante ósseo e receptor, que estava em fase de remodelamento (Figura 70).
5.8.3 Grupo congelado
No grupo em que os implantes permaneceram congelados, observaram-se áreas
de formação de tecido cartilaginoso e ativação do periósteo, na interface proximal da
gata 14, ocorrendo completa incorporação do implante. Na interface distal, pôde ser
vista uma extensa área em que ocorreu reabsorção do implante ósseo e do osso receptor,
com substituição por tecido fibroso e cartilaginoso. A gata sete demonstrou boa
108
incorporação do implante, com dificuldade na diferenciação entre tecido receptor e
implantado, estando este em fase de remodelamento (Figura 71).
5.8.4 Grupo liofilizado
Quando a forma de armazenamento dos implante ósseos foi liofilização, na gata
24 houve extensa área de tecido fibroso envolvendo o implante, associado à presença de
processo inflamatório purulento, nas interfaces proximal e distal. Foi verificado que o
tecido ósseo implantado encontrava-se necrótico, caracterizando uma reação do tipo
corpo estranho. Pôde ser observada ainda, na interface distal, a presença de osteoclastos.
Com relação à gata 21, a imagem histológica das duas interfaces revelou que o tecido
ósseo implantado havia necrosado e estava associado à presença de tecido fibroso e
cartilaginoso numa tentativa de formação de calo ósseo com ausência de reação
inflamatória (Figura 72).
5.9 Avaliação bacteriológica
Nas análises bacteriológicas realizadas no grupo controle, no momento da
implantação, não foi encontrada contaminação, da mesma forma, nos grupos congelado
e liofilizado todas as colheitas apresentaram resultado negativo, tanto na obtenção do
implante quanto no momento da implantação. No grupo mel apenas uma das colheitas,
realizada no momento da implantação no felino nº 19, foi positiva para a bactéria gram
positiva Brevibacterium sp.
109
Figura 69 – Avaliação histológica da implantação óssea cortical autógena na diáfise
femoral de gatos domésticos após 180 dias de pós-operatório. A)
Fotomicrografia da gata um, interface distal, com coloração de Tricômio
de Masson, revelando área de transição entre o enxerto e o osso receptor.
B) Fotomicrografia da gata um, interface proximal, com coloração de
Hematoxilina e Eosina, revelando presença de fibrose com ativação do
periósteo.
A B
A
Figura 70 – Avaliação histológica da implantação na diáfise femoral felina de
segmento ósseo conservado em mel após 180 dias de pós-operatório.
A) Fotomicrografia da gata 19, interface proximal, com coloração de
Hematoxilina e Eosina, revelando área de união entre o implante ósseo
e o osso receptor, em fase de remodelamento. B) Fotomicrografia da
gata 16, interface distal, com coloração de Tricômio de Masson
evidenciando a área de transição entre o implante ósseo e o osso
receptor, com presença de cartilagem.
B
110
Figura 71 – Avaliação histológica da implantação na diáfise femoral felina de
segmento ósseo conservado em frezzer a -70°C após 180 dias de pós-
operatório. A) Fotomicrografia da gata 14, interface distal, com
coloração de Tricômio de Masson, revelando substituição do tecido
ósseo por tecido fibroso e cartilaginoso B) Fotomicrografia da gata 14,
interface proximal, com coloração de Hematoxilina e Eosina
evidenciando áreas com focos de cartilagem e periósteo ativado.
Figura 72 – Avaliação histológica da implantação na diáfise femoral felina de
segmento ósseo liofilizado após 180 dias de pós-operatório. A)
Fotomicrografia da gata 24, interface proximal, com coloração de
Hematoxilina e Eosina, revelando extensa área de fibrose associado a
processo inflamatório purulento. B) Fotomicrografia da gata 21,
interface proximal, com coloração de Tricômio de Masson
evidenciando área com tecido ósseo implantado morto (área
avermelhada), associado à fibrose e cartilagem, sem reação
inflamatória.
B
A B
A
111
6 DISCUSSÃO
A utilização do segmento ósseo removido de um animal submetido à
implantação óssea cortical alógena em outro animal do experimento permitiu diminuir o
número de animais submetidos à eutanásia para a formação do banco de ossos. Neste
experimento foram utilizados 20 implantes ósseos corticais alógenos e somente dois
animais foram sacrificados para obtenção dos quatro primeiros implantes, tal como
utilizado por Toombs e Wallace (1985), Nather et al. (1990a), Nather et al. (1990b),
Nather e Goh (2000), Nather (2001), Nather et al. (2004) e Alievi et al. (2007). Estes
podem também ser obtidos a partir de animais encaminhados para eutanásia por
apresentarem afecção intratável (COSTA, 1996).
A coleta dos ossos pode ser feita com o animal sob efeito de anestesia geral
(TOOMBS; WALLACE, 1985) ou logo após a eutanásia, não afetando a qualidade do
implante (HENRY JR.; WADSWORTH, 1981a). Neste trabalho, a coleta foi realizada
das duas formas e isso não influenciou nos resultados, pois não houve diferença em
relação à consolidação entre os quatro primeiros animais (dois gatos domésticos do
grupo mel e dois do congelado) que receberam implantes coletados dos animais
submetidos à eutanásia, e os que receberam implantes dos gatos submetidos à
implantação óssea cortical e, portanto, estavam sob efeito da anestesia inalatória no
momento da remoção do segmento ósseo para conservação.
A coleta dos ossos imediatamente após a eutanásia evitou o sofrimento dos
animais, diminuiu o gasto com anestésico, possibilitou um menor número de pessoas
envolvidas no procedimento e evitou o desconforto destas pessoas em realizar o
procedimento com o animal vivo. Segundo Feofiloff e Jesus-Garcia (1996), com a
coleta sendo feita desta forma, não há tempo suficiente para ocorrer crescimento
bacteriano no doador.
Embora Costa (1996), Amendola et al. (2003) e Gaiga e Schossler (2003)
tenham concluído em seus experimentos não ser necessária coleta asséptica dos
implantes ósseos conservados em glicerina ou mel, devido à ação bactericida destas
soluções, optou-se pela coleta dos ossos seguindo rígidos princípios de assepsia,
diminuindo dessa forma o risco de contaminação dos implantes e possível interferência
nos resultados, como recomendaram Melo (1997), Del Carlo et al., (1999), Julián e
Valentí (2006) e Amendola (2007).
112
A formação de um banco de ossos é onerosa e necessita de uma equipe
multidisciplinar para sua manutenção (FUJIKI et al., 2005). A utilização do mel como
conservante em um banco de ossos tem como vantagens o baixo custo de manutenção
quando comparado ao congelamento e não necessita de equipamento especializado
quando comparado com a liofilização. Pinto Júnior (1995) comentou ainda que o alto
custo dos equipamentos para refrigeração e estabilização da energia elétrica muitas
vezes inviabilizam a manutenção de um banco de ossos congelados.
Diferente do implante ósseo liofilizado que pode ser estocado por tempo
indefinido, o implante ósseo conservado em mel ainda precisa de estudos que
identifiquem os tempos máximo e mínimo de estocagem (ALIEVI, 2006). No presente
estudo, para evitar qualquer tipo de influência do tempo de manutenção no mel, optou-
se por conservar os implantes por um período de 30-35 dias, existindo, entretanto,
citações da utilização bem sucedida entre um e oito meses de conservação no mel
(AMENDOLA, 2001 e GAIGA, 2002).
Silva et al. (2000) citaram como vantagens da liofilização a possibilidade de
armazenagem em temperatura ambiente e a facilidade de envio dos implantes para
hospitais ou clínicas em diferentes localidades. Vantagens estas que também se aplicam
aos implantes conservados em mel.
O mel foi escolhido como conservante neste estudo por apresentar resultados
favoráveis em pesquisas onde este foi utilizado para conservação de implantes ósseos
em cães (AMENDOLA, 2001, ALIEVI, 2006), aves (GAIGA, 2003) e humanos
(MSCHVIDOBDASE, 1978), sendo utilizado também para conservação de pele
(GUPTA, 1977; SUBRAHMANYAN, 1993) e córnea (ABRAMOV; MARKICHEVA,
1983).
A escolha do fêmur como local de implantação óssea cortical foi baseada no fato
desta região ser freqüentemente acometida por fraturas cominutivas em gatos
domésticos (SCOTT; McLAUGHLIN, 2007), já tendo sido estudado por Wadsworth e
Henry (1976) e Henry e Wadsworth (1981a).
A capacidade de regeneração óssea já foi estudada em diversas espécies como
cães (HARRIS et al., 1977), ratos (PAPPAS, 1968) e coelhos (CRIGUEL;
BALLIGAND, 2002). Sabe-se que um defeito cortical segmentar com 1,5 vezes o
diâmetro diafisário ultrapassa a capacidade regenerativa do osso em cães (KEY, 1934).
Em gatos domésticos, Toombs et al. (1985) estabeleceram que defeitos ósseos
segmentares com 1,25 a 1,52 vezes o diâmetro diafisário de tíbias produziram em cinco
113
animais quatro não-uniões e uma união retardada. Baseado nisto, acreditou-se que o
modelo utilizado neste experimento representa de maneira fidedigna uma falha com
necessidade de implantação óssea, pois o menor defeito representou quase três vezes o
diâmetro diafisário do fêmur. O defeito criado representou aproximadamente 30% do
comprimento do osso e objetivou recriar uma situação hipotética da rotina de
atendimentos ortopédicos, onde dificilmente seria possível preencher este defeito com
osso autógeno, submetendo tanto o implante ósseo quanto o método de estabilização ao
estresse biomecânico, principalmente compressivo.
Este mesmo padrão de defeito ósseo foi utilizado por Alievi et al. (2007) em
fêmur de cães. Estes autores comentaram que tal modelo não invalida os experimentos
que utilizaram pequenos fragmentos ósseos, mas possibilita, por outro lado, uma
extrapolação dos resultados obtidos experimentalmente para os casos clínicos. Os
implantes do grupo controle representaram em média 29,38% do fêmur, sendo
estatisticamente menor do que no grupo congelado com média de 30,82%, porém não
foi observado diferença estatística em relação à consolidação nas interfaces. Estes
achados corroboram com (STEVENSON et al., 1997 e SINIBALDI, 1989) que
afirmaram não ser o comprimento do implante o fator mais importante na sua
incorporação.
Nather et al. (1990a) observaram que enxertos corticais autógenos utilizados em
tíbia de gatos domésticos incorporaram mais rapidamente quando não era removido o
periósteo. Conforme Henry Jr. e Wadsworth (1981) e Julián e Valentí (2006), a remoção
do periósteo se justifica pela diminuição da imunogenicidade do implante, não sendo
necessária em enxertos autógenos. Porém, neste estudo, foi feita a remoção do
periósteo, endósteo e medula óssea também no grupo controle, como forma de manter
uma metodologia uniforme em todos os grupos.
A utilização de implante alógeno evita possíveis complicações decorrentes da
coleta de enxerto autógeno, pois isto poderia provocar dor, edema e claudicação, como
visto por Atalar et al. (2007) em pacientes humanos com fratura proximal de úmero por
impactação, tratados com enxerto autógeno oriundo da crista ilíaca. Além disso, o
volume de osso cortical autógeno que poderia ser coletado de um gato doméstico, muito
provavelmente seria insuficiente para preencher uma falha óssea de três centímetros no
fêmur, sendo neste caso necessário recorrer ao enxerto alógeno, como recomendado por
Dórea et al. (2005).
114
Foram utilizados no mínimo 45 minutos de reidratação em todos os implantes
ósseos como forma de padronização para o experimento. Fujiki et al. (2005) utilizaram
pelo menos 60 minutos e Burchardt et al. (1978) duas horas de reidratação em ossos
liofilizados. Embora esses tempos tenham sido um pouco maiores do que o utilizado
nos implantes ósseos do presente estudo, é improvável que isso tenha influenciado nas
complicações observadas nos animais deste experimento, pois mesmo que o tempo
tenha sido insuficiente para a completa reidratação do implante, Conrad et al. (1993)
afirmaram que o processo de reidratação se completa com os fluídos corporais após
implantação.
Embora existam outros métodos para estabilização de implantes ósseos como
pino intramedular associado à aparelho de Kirshner tipo I (BLOOMBERG et al., 1984),
pino intramedular (NATHER, 2001), haste intramedular bloqueada (JULIÁN e
VALENTÍ, 2006), haste intramedular não bloqueada (VANDER GRIEND, 1994) e
imobilização externa (NATHER et al., 1990), neste estudo foi utilizado placa e
parafusos, sendo essa uma forma de estabilização rígida, permitindo aos animais retorno
precoce à deambulação, tal como observado por Alievi (2006) em cães e por Teixeira et
al. (2007) em ovinos. Julián e Valentí (2006) consideraram que, em humanos, houve
recuperação deambulatória mais rápida quando os implantes foram fixados com haste
intramedular bloqueada. A precoce utilização do membro operado é importante, pois
mantém a força, a massa muscular, a agilidade e a coordenação (HOULTON;
DUNNING, 2005), evitando a doença da fratura, caracterizada por atrofia e retardo na
consolidação (REIS et al., 2002).
Tanto Henry Jr. e Wadsworth (1981a e b) como Bloomberg et al. (1984)
consideraram a fixação com placa e parafusos o método de escolha para estabilização de
implantes ósseos corticais alógenos, ressaltando a necessidade de um longo período
para que o implante adquira a mesma resistência que o osso receptor. Este método de
estabilização possibilita, segundo Alievi et al. (2007), compressão entre as interfaces
implante ósseo/osso receptor, sendo este fator fundamental para que ocorra adequada
incorporação (HENRY JR.; WADSWORTH, 1981a, STEVENSON et al., 1991). Neste
experimento o método permaneceu estável, mesmo naqueles animais que apresentaram
não-união, e só ocorreu falha importante da técnica nos animais em que houve
complicações como quebra do implante ósseo ou infecção. Segundo Schena e
McCurnin (1983) e Costa (1996), a fixação do implante ósseo com placa e parafusos
protege biomecanicamente o implante, possibilitando, segundo Henry e Wadsworth
115
(1981a), Alexander (1983) e Costa (1996), precoce vascularização do mesmo, já tendo
esta técnica sido utilizada por diversos autores (TOOMBS e WALLACE, 1985, COSTA
1996, FUJIKI et al., 2005 e ALIEVI et al., 2007).
A fixação da placa em quatro córtices do implante e em seis córtices proximais e
seis distais no osso receptor proporcionou rígida estabilização, sendo a forma de fixação
utilizada por Sininbaldi (1989), Kerwin et al. (1991) e Alievi et al. (2007), em cães e
por Teixeira et al. (2007) em ovinos. Neste estudo, o posicionamento e a modelagem da
placa foram os procedimentos mais demorados, como observaram também Ziliotto et al.
(2003) e Alievi et al. (2007).
A osteotomia com serra oscilatória elétrica, na confecção dos defeitos ósseos, foi
utilizada por diversos autores em experimentos semelhantes (NATHER et al., 2004,
ALIEVI, 2006, TEIXEIRA et al., 2007) e na ressecção de bordos em fraturas
cominutivas em cães (BLOOMBERG et al., 1984), sem que fossem observadas
complicações como quebra do implante ósseo ou do osso receptor. As complicações
observadas com essa técnica neste trabalho, provavelmente decorreram da pressão
manual durante a osteotomia, que favorece a fratura principalmente na fase final do
corte, onde o osso encontra-se mais fino e frágil. Gaiga (2002) também observou
fraturas durante a osteotomia com serra oscilatória e creditou estas complicações ao
osso fino e quebradiço das aves. Apesar de Teixeira et al. (2007) citarem que esta
técnica pode causar necrose óssea na região da osteotomia, mesmo utilizando
resfriamento com solução fisiológica, acreditou-se que isto não tenha interferido na
incorporação dos implantes neste experimento.
Apesar de Henry Jr. e Wadsworth (1981a) afirmarem ser mais fácil obter 360°
de contato entre as interfaces implante ósseo/osso receptor nos gatos domésticos do que
em cães, neste trabalho isso não foi obtido em todos os casos, pois pequenas angulações
durante a osteotomia já impediam o perfeito posicionamento das interfaces,
permanendo, porém, a compressão e o contato entre as extremidades.
Embora não tenha sido estimada a dor pós-operatória, acreditou-se que a terapia
analgésica com associação de antiinflamatório não esteroidal (AINE - cetoprofeno) e
analgésico opióide (tramadol) tenha sido eficaz ao evitar a dor no pós-operatório, pois
os animais mantiveram o mesmo comportamento que tinham antes da cirurgia.
Brondani (2007) avaliou a associação de AINE (vedaprofeno) e tramadol no tratamento
de dor após ovariosalpingohisterectomia em gatos domésticos e observou que a
associação destes dois medicamentos foi mais eficiente que o uso deles isoladamente.
116
A escolha do cetoprofeno foi baseada na facilidade de aplicação, baixo custo e
pelo fato deste medicamento provavelmente não interferir no processo de consolidação
óssea, como observado por Pelissoni et al. (2003), ao acompanhar a cicatrização óssea
de ulnas submetidas à osteotomia, de coelhos que receberam cetoprofeno no pós-
operatório.
Ehrhart et al. (2005) em um experimento que avaliou a influência da radiação
terapêutica na incorporação de implantes corticais alógenos no rádio de 24 cães,
utilizaram uma tabela de pontuação na avaliação dos exames radiográficos feitos a cada
duas semanas e, através dela, puderam afirmar que os animais submetidos à 50-Gy
apresentaram resultados piores do que aqueles não expostos à radiação. Esta mesma
tabela de pontuação foi adaptada e utilizada no presente experimento, quantificando e
padronizando as variáveis avaliadas nos diferentes grupos e períodos de avaliação,
facilitando, com isso, a comparação entre eles.
O exame radiográfico quinzenal permitiu avaliação periódica das alterações
tanto nos implantes ósseos, como no osso receptor e nos implantes metálicos, sendo
possível verificar pequenas alterações na implantação óssea cortical. No entanto, houve
necessidade de sedação para a realização dos exames radiográficos, submetendo o
animal ao desconforto da recuperação anestésica a cada 15 dias. Costa (1996)
recomendou que os exames radiográficos fossem feitos semanalmente ou a cada 15
dias, porém, Alievi et al. (2007), estudando cães, realizaram exames quinzenais até o
90° dia de pós-operatório e depois mensais até 360 dias e não acreditaram que isso
tenha prejudicado a observação da incorporação nas interfaces ou da ocorrência de
complicações. Entretanto, no estudo atual, alguns animais apresentaram incorporação
óssea mais tardia, com até 150 dias de pós-operatório, sendo que nesse caso o exame
mensal prejudicaria a precisão na observação do momento da incorporação. Na
realização de exames radiográficos em duas incidências ortogonais, foi constatado que
na incidência médio-lateral a placa encobria quase que a totalidade do implante ósseo e
do osso receptor, dificultando, e por vezes impedindo, a visualização completa da área.
Isso ocorreu em virtude da largura da placa utilizada e do pequeno diâmetro femoral dos
gatos domésticos deste experimento.
Embora existam outros métodos de avaliação de incorporação de implantes
ósseos como a tomografia computadorizada e a cintilografia óssea (MENDES et al.,
1984, TRANCIK et al., 1986, GALIA, 2004), a avaliação radiográfica quinzenal e a
117
histológica por amostragem possibilitaram satisfatório acompanhamento da
incorporação e complicações ocorridas neste trabalho.
A avaliação deambulatória pós-operatória dos animais deste experimento não foi
adequada para avaliar o sucesso ou o insucesso da implantação óssea, uma vez que,
mesmo nos casos em que houve não-união, reabsorção, falha dos implantes metálicos
ou infecção, os animais não apresentaram um decréscimo importante no apoio do
membro. Gonçalves et al. (2003) ao analisarem métodos de avaliação da incorporação
de enxertos ósseos em revisões de artroplastia total do quadril em humanos também
consideraram possível ter pacientes assintomáticos mesmo com mobilidade nos
implantes metálicos e reabsorção óssea, podendo isso permanecer por longos períodos.
Estes mesmos autores avaliaram ser o exame radiográfico a forma mais adequada para o
acompanhamento destes casos e consideraram a avaliação histológica o padrão ouro
para determinar incorporação dos enxertos ósseos, porém com dilema ético e de
morbidade, impedindo o uso em todos os casos.
Amendola (2001) e Gaiga e Schossler (2003) relataram que ao retirarem do mel
o implante ósseo, este apresentava-se com aspecto físico viável, não sendo observado
fissuras ou rachaduras. Isso também foi verificado neste trabalho nos implantes
conservados no mel, porém, ressaltando que o osso estava amarelado mesmo após a
reidratação, tal como encontraram Amendola (2001) e Alievi et al. (2007), levando a
crer que uma parte do mel possa ter ficado impregnada nele.
A coleta dos implantes para conservação no mel foi feita seguindo rígidos
princípios de assepsia como recomendaram Alievi (2006) e Amendola (2007).
Amendola (2001), porém, utilizou implantes ósseos conservados em mel, coletados de
forma não asséptica, na diáfise femoral de cães e não observou infecções, corroborando
com os resultados encontrados por Gaiga e Schossler (2003), que também utilizaram
implantes ossos conservados em mel, coletados sem assepsia, porém implantados em
aves. Por tratar-se de um método simples, barato e de fácil execução, a coleta asséptica
torna-se uma prática recomendável, diminuindo o risco de futuras infecções após
implantação do osso, sendo importante utilizá-la tanto na coleta de osso para
conservação em mel quanto para conservação em freezer a -70°C. A exceção seria a
liofilização, pois por não ser um processo estéril, torna a esterilização necessária.
Em nenhum dos animais deste experimento foram observados sinais de rejeição
ao implante conservado no mel, tanto na avaliação radiográfica como na histológica
(dois animais), obtendo-se incorporação em nove de 12 interfaces (75%), valor esse
118
semelhante ao encontrado por Alievi et al. (2007) em cães (79,17%), sendo com isso
possível inferir que o mel pode reduzir a antigenecidade dos implantes ósseos alógenos.
Os resultados deste experimento permitem recomendar o mel como conservante
de implantes ósseos alógenos em gatos domésticos, da mesma forma que Gaiga e
Schossler (2003) recomendaram-no como conservante de implantes ósseos xenógenos
para uso em aves e Amendola et al. (2003) e Alievi et al. (2007) para uso como
conservante de implantes ósseos alógenos de cães. Mschvidobadse (1978) analisou
implantes ósseos conservados em uma solução com 50% de mel e recomendou este tipo
de conservante para uso em humanos.
A decisão de submeter o mel à análise microbiológica a fim de encontrar uma
amostra estéril, como fez Subrahmanyam (1993), foi baseada nos estudos de Postmes et
al. (1993) que comentaram não ser o mel uma substância estéril e nos achados de Alievi
(2006) e Amendola (2001) que encontraram a bactéria Bacillus spp em méis comerciais.
Tal procedimento foi importante, pois, de três méis comerciais analisados, apenas um
apresentava-se estéril.
Greenwood (1993), Postmes et al. (1993) e Estrada et al. (2005) consideraram
ser de grande importância a florada que deu origem ao mel em sua escolha como
conservante, citando que diferentes floradas produzem diferentes substâncias
antimicrobianas. Postmes et al. (1993) citaram ainda, que a florada de limeira mostrou-
se a que apresenta maior atividade bactericida. A escolha do mel originário de flores de
angico para conservação dos implantes ósseos deste experimento, baseou-se no fato
deste mel ter se apresentado estéril, não sendo encontrados estudos que avaliassem a
atividade antibacteriana do mel originário de flores de angico.
Como observado por Amendola (2001), os implantes conservados no mel
mantiveram a rigidez semelhante à encontrada no osso receptor. Alievi (2006)
observou, durante a perfuração, que os implantes ósseos conservados no mel
apresentavam maior resistência do que o osso do leito receptor. Amendola (2007), ao
comparar biomecanicamente implantes ósseos conservados no mel e em glicerina 98%
com osso à fresco, encontrou que o implante ósseo conservado no mel foi mais
resistente que o osso à fresco, porém, menos resistente que o osso conservado em
glicerina 98%, indo de encontro com os resultados de Del Carlo et al. (1999), onde os
implantes ósseos conservados em glicerina perderam resistência. Neste experimento,
mesmo que avaliada de forma subjetiva, a resistência diminuiu somente nos ossos
liofilizados que tornaram-se mais macios e quebradiços quando comparados com o osso
119
receptor. Del Carlo et al. (1999) citaram ser a manutenção da rigidez do implante ósseo
um desafio e aparentemente esta é uma característica positiva importante que se mantém
nos implantes conservados no mel.
Apesar de ter apresentado resultados estatisticamente iguais ao mel, os implantes
conservados congelados a -70ºC, que obtiveram uma interface a mais com
incorporação, requerem material específico e caro na sua manutenção, como observado
por Alievi et al. (2007). Já a conservação de implantes ósseos no mel apresenta custo
praticamente inexistente para sua manutenção, sendo necessário apenas evitar a
exposição à luz e a altas temperaturas, situações que podem comprometer suas
propriedades antimicrobianas (MATHEWS; BINNINGTON, 2002).
Nather e Goh (2000), testando implantes ósseos conservados a -80°C,
encontraram que, com seis semanas de pós-operatório, alguns gatos domésticos
apresentaram interfaces sem mobilidade apesar do exame radiográfico não identificar
calo ósseo. Isso foi observado em um animal do grupo liofilizado (interface proximal e
distal) e um animal do grupo controle (interface distal), que apresentaram estabilidade
no exame macroscópico aos seis meses, entretanto, sem união radiográfica.
Provavelmente os calos fibroso e cartilaginoso tenham promovido estabilidade na
região de implantação, não sendo possível observá-los no exame radiográfico, como
relataram Tudury e Raiser (1985) em fraturas de fêmur distais de cães. Segundo Aron
(2000), a cicatrização óssea indireta ocorre em três fases distintas: inflamatória,
reparadora e de remodelamento, sendo que na fase reparadora há formação de calo
fibroso e cartilaginoso ao redor da fratura que aos poucos vai sendo mineralizado, e
ganhando rigidez. Esta afirmação, porém, não pode ser confirmada no presente estudo,
pois os animais foram avaliados apenas até os seis meses de pós-operatório.
A resistência de implantes ósseos corticais alógenos conservados à -80°C e
implantados em tíbias de gatos domésticos foi avaliada por Nather e Goh (2000) quanto
à torque, torção e absorção de energia. Esses autores encontraram que, mesmo após a
incorporação, o osso congelado é significativamente mais fraco do que o osso do
animal. Tal afirmação justifica a utilização e a manutenção de fixação rígida mesmo
após a consolidação ou união radiográfica. Entretanto, Sinibaldi (1989) concluiu que a
placa poderá ser removida em estágios durante o segundo ou terceiro ano após a
cirurgia. Já Dueland et al. (1989) indicaram que a remoção da placa e dos parafusos é
opcional, dando preferência a não remoção.
120
Toombs e Wallace (1985) consideraram que tanto o osso cortical autógeno
quanto o osso conservado a -70°C foram radiograficamente e histologicamente efetivos
na osteocondução em defeitos segmentares de tíbia com um centímetro e ainda
consideraram a osteocondução como o principal mecanismo para promover
consolidação óssea nesses casos. No presente estudo, também não houve diferença
estatística entre o implante cortical alógeno congelado a -70°C e o enxerto autógeno no
que se refere à consolidação das interfaces, ficando evidente a viabilidade e a eficiência
da utilização de implantes corticais alógenos conservados a -70°C em fêmur de gatos
domésticos.
A liofilização foi escolhida como um dos métodos de conservação neste estudo
por ser muito difundida em Medicina Humana (UHLENHAUT et al., 2005), tendo sido
utilizada na conservação de tendões (MAGNAGHI et al., 1994), ossos de bovinos
(GALIA, 2004), ossos de gatos domésticos (NATHER et al. 2004), ossos de coelhos
(FRIEDLAENDER et al., 1976) e ossos de ratos (GALIA et al., 2005). A técnica de
liofilização utilizada neste trabalho foi a mesma utilizada por Galia et al. (2005) e
consistia basicamente na retirada de umidade do osso congelado por sublimação após
este ser desengordurado.
A liofilização, nesse estudo, mostrou ser o método de conservação menos eficaz
no que se refere à manipulação e à frequência de consolidações, quando comparado com
o osso congelado a -70°C, o conservado em mel ou o autógeno. Nather et al. (2004)
também consideraram a liofilização um método de conservação inferior ao
congelamento a -80°C, pois, apesar de apresentar incorporação, os implantes
liofilizados levaram um tempo maior para incorporarem em tíbias de gatos domésticos.
Webster e Werner (1983) não encontraram diferenças em relação à resistência de
implantes tendinosos liofilizados e congelados quando implantados em cães.
Os implantes liofilizados utilizados neste procedimento foram esterilizados em
autoclave à temperatura de 132°C, pois o processado de liofilização não é asséptico, e,
segundo Uhlenhaut et al. (2005), a liofilização não tem capacidade de eliminar cepas
virais por completo. O fato de submeter o osso a altas temperaturas não inviabiliza a
utilização destes como substitutos ósseos, pois, segundo Oliveira et al. (2003), mesmo
ossos corticais de bovinos submetidos a temperaturas de até 1000°C, permanecem como
potenciais carreadores de proteínas morfogenéticas ósseas.
A esterilização dos implantes ósseos em autoclave com temperatura de 132°C
por quatro minutos foi utilizada neste experimento por ser o método padrão do Banco
121
de Tecidos do Hospital de Clínicas de Porto Alegre, mostrando ser efetiva ao evitar
contaminação bacteriológica. Segundo Viceconti et al. (1996), a autoclavagem a 132°C
por uma hora pode diminuir em até 70% a resistência à compressão de implantes ósseos
liofilizados. Entretanto, conforme Zhang et al. (1997), outras formas de esterilização
como óxido de etileno ou radiação gama estão relacionadas com a diminuição da
capacidade osteoindutora do implante. Dessa forma, a esterilização de implantes ósseos
ainda é considerada um tema controverso e que necessita de estudos mais aprofundados
no que diz respeito à manutenção das propriedades mecânicas e biológicas (URIST;
HERNANDEZ, 1974, ZHANG et al., 1997).
A liofilização de implantes ósseos pode ser precedida da descalcificação do
osso, aumentando a atividade das proteínas morfogenéticas ósseas (BUCHARDT,
1987). Entretanto, segundo Silva et al. (2000), o implante ósseo ficará amolecido,
perdendo a sua função biomecânica. No presente experimento não foi realizada
descalcificação, pois era requerida resistência biomecânica.
Galia et al. (2005) encontraram resultados semelhantes ao analisarem enxertos
ósseos liofilizados e congelados a -80°C quanto à reação inflamatória e à
osteointegração, diferente deste trabalho, onde os implantes liofilizados foram
significativamente inferiores ao congelado à -70°C no que diz respeito à incorporação.
Uma provável justificativa desta diferença é que no estudo de Galia et al. (2005) os
implantes não foram submetidos à estresse biomecânico, sendo que em nosso trabalho
os implantes foram submetidos a este tipo de carga.
Atalar et al. (2007) utilizaram implantes ósseos liofilizados com um centímetro
de comprimento na correção da angulação proximal de úmero em humanos e obtiveram
consolidação em todos os (sete) pacientes. Tal resultado vai de encontro aos obtidos no
atual trabalho, onde o grupo liofilizado não apresentou boa taxa de consolidação (3/12
interfaces). Muito provavelmente, a diferença encontrada nos resultados tenha sido
causada pela variação de tamanho e requerimento biomecânico entre os experimentos.
Friedlaender et al. (1976) encontraram que enxertos ósseos corticais liofilizados
têm menos capacidade antigênica do que implantes congelados, apesar de o
congelamento também diminuir esta propriedade. Estes dados vão ao encontro dos
resultados deste experimento, em que o grupo congelado apresentou menor taxa de
reabsorção que o liofilizado, sendo a reabsorção intensa um dos sinais de rejeição
(STEVENSON; HOROWITZ, 1992), neste experimento tanto o congelamento a -70°C
122
quanto o preservação em mel provavelmente diminuíram a antigenicidade do implante
ósseo com maior eficiência que a liofilização.
Apesar de Toombs e Wallace (1985) e Weiland et al. (1984) terem excluídos de
seus experimentos os animais que apresentaram reabsorção ao redor da placa e dos
parafusos que fixavam o implante ósseo cortical, isto não foi realizado no presente
experimento, pois a falha dos implantes metálicos pode estar relacionada a
complicações com o implante ósseo (ALIEVI et al., 2007).
Mesmo que o implante liofilizado tenha sido esterilizado em autoclave e com
exame microbiológico negativo antes da implantação, um gato doméstico apresentou
infecção com não-união do implante ósseo, o que leva a crer que esta infecção pós-
operatória provavelmente tenha ocorrido devido à falha na assepsia durante o
procedimento cirúrgico, como observado por Del Carlo et al. (1999). Fica evidente a
necessidade de máxima preocupação com assepsia durante a implantação óssea, pois
como afirmaram Bloomberg et al. (1984), a ocorrência de infecção certamente levará ao
insucesso da consolidação ou incorporação.
Feofiloff e Jesus-Garcia (1996) citaram a fratura como uma das complicações
possíveis de ocorrer com implantes ósseos congelados à -70°C, porém, isso não foi
observado durante o período de avaliação em nenhum dos animais do grupo congelado,
sendo inclusive destacado que durante a perfuração com broca, tanto o osso receptor
como o implante ósseo congelado apresentaram a mesma resistência.
Feofiloff e Jesus-Garcia (1996) relacionaram a ocorrência de fratura do implante
às perfurações com diâmetro proporcionalmente grande. Nas perfurações de dois
milímetros em ossos de sete a 10 mm de diâmetro, feitas no presente experimento, não
foram identificadas complicações nos grupos controle, mel e congelado, porém, no
grupo liofilizado, ocorreu fragmentação do osso no orifício de saída, sendo talvez esse
orifício demasiadamente grande para esse tipo de conservação ou o osso tenha sido
fragilizado pelo processo de liofilização. Pode-se aventar ainda como causa da
fragilidade do implante liofilizado a esterilização em autoclave, pois esse procedimento
pode diminuir em até 70% a resistência do implante ósseo (VICECONTI et al., 1996).
Berrey Jr. et al. (1990) encontraram 16% de incidência de fraturas em
implantação óssea alógena, sendo a maioria no segundo ano após a implantação. Estes
autores consideraram esta a principal complicação neste tipo de procedimento, da
mesma maneira que Thompson Jr. et al. (1993), que em 35 casos analisados
encontraram 16 (45,7%) implantes ósseos fraturados, e Thompson et al. (2000), que
123
avaliaram durante 26 meses pacientes humanos submetidos à implantação óssea alógena
e encontraram que de 43 implantes fixados com placa e parafusos 27 (69%)
apresentaram fraturas do implante ósseo. Segundo Julián e Valentí (2006), esta é a
forma de fixação mais propensa a este tipo de complicação. Como as duas quebras de
implante ósseo deste trabalho ocorreram logo após a implantação, provavelmente elas
tenham maior relação com o tipo de conservação (liofilização) do que com o método de
fixação, embora não possa ser descartado que em uma avaliação em longo prazo
pudesse ocorrer fratura do implante ósseo em outros animais.
Thompson Jr. et al. (1993) acreditam que fraturas em implantes ósseos ocorrem
principalmente devido a defeitos criados no momento da implantação, e não pela rápida
revascularização no osso subcondral, como supõe Gebhardt et al. (1990), que afirmaram
que isso poderia levar à reabsorção e ao enfraquecimento do implante ósseo. A teoria de
Thompson Jr. et al. (1993) é mais coerente com os resultados deste estudo, pois as duas
fraturas ocorreram pouco tempo após a cirurgia, não havendo tempo hábil para
revascularização e reabsorção do implante ósseo. Em um dos animais em que ocorreu
fratura do implante, houve consolidação na interface distal, portanto, assim como
observado por Alievi et al. (2007), a quebra do implante pode não ser fator determinante
para falha na incorporação.
As principais complicações associadas com a utilização de implantes ósseos
corticais segundo Julián e Valentí (2006) são: infecção, pseudoartrose (não-união) e
fratura do implante ósseo. Todas estas complicações foram observadas neste trabalho,
principalmente no grupo liofilizado, com duas fraturas, uma infecção e duas não-uniões,
sendo que nos demais grupos ocorreram somente não-uniões. A taxa de não-uniões
deste estudo, com 31,25%, está próxima aos 30% que, segundo Ortiz-Cruz et al. (1997),
pode ser esperada neste tipo de cirurgia. Esta taxa de não-uniões poderia ter sido
minimizada se fosse utilizado enxerto esponjoso nas interfaces implante ósseo/osso
receptor, como recomendado por Alexander (1983), Schena e McCurnin (1983), La Rue
et al. (1989) e Morello et al. (2001), pois o osso esponjoso tem alto potencial para
formação de novo osso (STEVENSON, 1998b).
Em todos os grupos, houve animais que apresentaram algum grau de reabsorção
do implante, sendo mais freqüente e intenso no grupo liofilizado. Isso pode ser
explicado pelo fato de que no processo de incorporação de um implante ósseo
inicialmente ocorre atividade osteoclástica e reabsorção, para depois iniciar atividade
124
osteoblástica com formação de novo osso, sendo que a reabsorção pode perdurar por até
um ano após a cirurgia (WEIGEL, 1993).
As brevibactérias são catalase positivas, não esporuladas, sem motilidade,
aeróbias e gram-positivas, podendo ser encontradas em leite cru, na superfície de
queijos envelhecidos, bem como na pele humana e de animais, sendo consideradas não
patogênicas (BRAZZOLA et al., 2000). Entretanto, estas bactérias já foram
diagnosticadas como causadoras de sepse em pacientes infectados por HIV
(BRAZZOLA et al., 2000, JANDA et al., 2003) e com câncer sob efeito de
quimioterapia (CASTAGNOLA et al., 1997). Neumeister et al. (1993) relataram
também a ocorrência de osteomielite em um neonato humano provocada por esta
bactéria. Visto que a coleta foi asséptica e o mel era estéril, provavelmente a
contaminação do implante ósseo utilizado na gata 19 do grupo mel, por Brevibacterium
sp., foi proveniente da pele humana (equipe cirúrgica) ou do animal. Alievi (2006) e
Amendola (2007) também encontraram uma espécie bacteriana não patogênica em
implantes ósseos conservados no mel (Bacillus spp.) e Amendola (2007) identificou
ainda Coccus spp. e Proteus spp., porém com coleta dos ossos não-asséptica. Assim
como relatado por Alievi (2006), ao implantar osso contaminado por Bacillus spp. em
um cão, o gato doméstico deste estudo, não apresentou infecção, havendo consolidação
nas duas interfaces. Muito provavelmente os fatores que auxiliaram no sucesso da
incorporação foram a ausência de imunodepressão e a profilaxia antimicrobiana com
enrofloxacina.
Barrios et al. (1994) relataram contaminação de 6,6% dos implantes ósseos
coletados de forma asséptica, corroborando com os resultados deste experimento, onde
mesmo utilizando rígidos princípios de assepsia, ocorreu contaminação de um implante
(2,7%), sendo a pele provável fonte de contaminação (DEL CARLO et al., 1999).
Os agentes microbianos encontrados por Barrios et al. (1994), Alievi (2006) e
neste experimento demonstram a necessidade do teste microbiológico, mesmo que a
coleta tenha sido realizada de forma asséptica. Segundo Alievi (2006), tal procedimento
permite identificar precisamente em que etapa do processo deu-se a contaminação,
sendo possível instituir medidas de correção para eventuais falhas. Chapman e Villar
(1992) e Ibrahim et al. (2004) ressaltaram ainda a possibilidade de substituição ou
esterilização dos implantes ósseos contaminados.
125
Rahal et al. (2005) propuseram a utilização de transporte ósseo como forma de
preencher grandes defeitos em ossos longos, tendo este método sido utilizado com
sucesso por Lesser (1994) e Degna et al. (2000) em cães e gatos. Mesmo sendo um
método comprovadamente eficaz, a necessidade de utilização do aparelho de Ilizarov, o
tempo prolongado de pós-operatório e o custo elevado fazem com que a utilização de
implante ósseo cortical alógeno seja uma alternativa menos onerosa.
126
7 CONCLUSÃO
De acordo com os resultados obtidos pode-se concluir:
- Implantes ósseos corticais alógenos conservados por 30-35 dias em mel ou em frezzer
a -70°C são eficientes para preenchimento de falha óssea segmentar com
aproximadamente 30% da diáfise femoral de gatos domésticos, podendo apresentar
complicações como não-união e reabsorção.
- Implantes ósseos corticais alógenos liofilizados não são eficientes para preenchimento
de falha óssea segmentar com aproximadamente 30% da diáfise femoral de gatos
domésticos, podendo apresentar complicações como não-união e reabsorção, fratura e
infecção.
- A deambulação não é um método eficiente de avaliação pós-operatória de gatos
submetidos à implantação óssea cortical autógena ou alógena, visto que mesmo àqueles
animais que apresentaram não-união, reabsorção, fratura, falha dos implantes metálicos
ou infeccão continuaram com apoio freqüente do membro.
127
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