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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CÂMPUS DE JABOTICABAL
ASPECTOS BIOLÓGICOS DE Azya luteipes MULSANT, 1850
(COLEOPTERA:COCCINELLIDAE) EM Coccus viridis GREEN,
1889 (HEMIPTERA:COCCIDAE)
Juliana Nais
Bióloga
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
2008
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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CÂMPUS DE JABOTICABAL
ASPECTOS BIOLÓGICOS DE Azya luteipes MULSANT, 1850
(COLEOPTERA:COCCINELLIDAE) EM Coccus viridis GREEN,
1889 (HEMIPTERA:COCCIDAE)
Juliana Nais
Orientador: Prof. Dr. Antônio Carlos Busoli
Dissertação apresentada à Faculdade
de Ciências Agrárias e Veterinárias –
UNESP, Campus de Jaboticabal, como
parte das exigências para obtenção do
título de Mestre em Agronomia
(Entomologia Agrícola).
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
Fevereiro 2008
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Nais, Juliana
N158a
Aspectos biológicos de Azya luteipes Mulsant, 1850
(Coleoptera:Coccineliidae) em Coccus viridis Green, 1889
(Hemiptera:Coccidae) / Juliana Nais. – – Jaboticabal, 2008
v, 28 f. : il. ; 28 cm
Dissertação (mestrado) - Universidade Estadual Paulista,
Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, 2008
Orientador: Antonio Carlos Busoli
Banca examinadora: Júlio César Guerreiro, Nilza Maria Martinelli
Bibliografia
1. Ciclo de vida. 2. Coccinelídeos. 3. Cochonilha-verde. I. Título.
II. Jaboticabal-Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias.
CDU 595.76
Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação – Serviço
Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal.
DADOS CURRICULARES DO AUTOR
JULIANA NAIS – Filha de Álvaro Antônio Nais e Maria Helena Jacintho Nais,
nascida em Campinas - SP, no dia 8 de abril de 1979. Formada em Ciências Biológicas
pela Universidade Estadual Paulista – Câmpus de Rio Claro - SP, no ano de 2005.
Nesse mesmo ano foi estagiária voluntária no Instituto Agronômico de Campinas – IAC.
No ano de 2006 iniciou o curso de Mestrado em Agronomia, Área de Concentração em
Entomologia Agrícola, pela Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias - UNESP -
Câmpus de Jaboticabal - SP.
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AGRADECIMENTOS
À DEUS, MEU AMOR, MEU MESTRE, MEU REDENTOR, MEU SENHOR
SEMPRE CARINHOSO, PRESENTE E FIEL, POR TUDO EM MINHA VIDA.
Aos meus pais, Álvaro Antônio e Maria Helena, que amo profundamente, meus
pilares fortes, meu orgulho e meus exemplos de vida sempre presentes. À minha irmã
Renata, que em cuja presença me faz ver a vida com outros olhos, pelo seu apoio,
mesmo quando este parecia uma repreensão. Estendo também meus agradecimentos
ao restante dos familiares, mesmo distantes, pelo carinho, interesse e apoio em minha
profissão.
Ao professor e amigo Prof. Dr. Antônio Carlos Busoli, que me acolheu como sua
aluna de maneira repentina e calorosa, pela convivência, ensinamentos e muito pelos
papos amenos ao final do dia.
Aos professores do Departamento de Fitossanidade pelos conhecimentos
transmitidos e carinho nas explicações.
À Márcia Macri, Lígia D. T. Fiorezzi, Lúcia Regina, Alex Antônio Ribeiro e José
Altamiro de Souza, pela atenção, carinho e paciência comigo, sempre.
Às amigas sempre presentes: Ana Paula Fernandes, Patrícia Melhado Perez de
Carvalho (e seu marido Cristiano Rocha de Carvalho), Mirian Fernanda Dalla Costa,
Larissa Cardoso de Lima (e seu marido Luiz Henrique Pascoalim) e Carolina Rodrigues
de Araújo. Aos bons amigos que tive o prazer de conhecer e cultivar: Flávio Gonçalves
de Jesus, Rafael Major Pitta, Elias Ferreira da Silva, Vinícius de Castro Batista, Daniell
Rodrigo R. Fernandes e José Rodolfo G. Di Oliveira.
Ao Conselho Nacional de Pesquisa e Desenvolvimento (CNPq) pela bolsa de
estudos concedida.
A todos os membros da 2ª Igreja do Evangelho Quadrangular de Jaboticabal por
me acolher de maneira tão meiga, pelos incentivos nos cumprimentos e abraços.
SUMÁRIO
Página
ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................ ii
ÍNDICE DE TABELAS ................................................................................ iii
RESUMO .................................................................................................... iv
SUMMARY ................................................................................................. v
I. INTRODUÇÃO ........................................................................................ 1
II. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................. 3
2.1. Cochonilha-verde Coccus viridis Green, 1889 ................................
3
2.2. Família Coccinellidae ....................................................................... 5
III. MATERIAL E MÉTODOS ...................................................................... 9
3.1. Criação da cochonilha Coccus viridis ...............................................
9
3.2. Criação da joaninha Azya luteipes ...................................................
9
IV. RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................ 12
4.1. Caracterização da pré-oviposição e oviposição ............................... 12
4.2. Caracterização dos estádios larvais .................................................
13
4.3. Caracterização do adulto ..................................................................
16
V. CONCLUSÕES ...................................................................................... 19
VI. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ......................................................
20
ÍNDICE DE FIGURAS
Página
Figura 1.
Recipientes utilizados para o desenvolvimento da criação do
coccinelídeo Azya luteipes em laboratório. A – Recipientes plásticos
individuais. B - Gaiolas de polietileno. Jaboticabal, SP, 2007.
10
Figura 2.
A:
Ovos de A. luteipes, nas folhas novas de cafeeiro.
B:
Os
números 1 e 2 indicam os ovos, em detalhe. Jaboticabal, SP, 2007.
12
Figura 3.
A:
Presença de ovos de A. luteipes abaixo do corpo das cochonilhas
C. viridis. A seta mostra o ovo. B: Os números 1, 2, 3, 4 e 5 indicam os ovos.
Jaboticabal, SP, 2007.
13
Figura 4.
Larvas de A. luteipes recobertas por filamentos cerosos.
Jaboticabal, SP, 2007.
14
Figura 5.
Larva de 2º estádio de A. luteipes, de cor amarelada emergindo da
exúvia, ainda sem a presença dos filamentos cerosos no corpo. Jaboticabal,
SP, 2007.
14
Figura 6.
Pupa de A. luteipes. Observar a grande quantidade de filamentos
cerosos no corpo. Jaboticabal, SP, 2007.
16
Figura 7.
Adultos de A. luteipes em vista dorsal.
A:
Detalhe das manchas
negras nos élitros. B: Vista lateral de um macho da espécie. C e D: Detalhe
do abdome maior na fêmea (C) e menor no macho (D). Jaboticabal, SP, 2007.
17
Figura 8. C
abeças de adultos de A. luteipes. Em detalhe a cabeça de cor
amarela do macho (A) e de cor cinza da fêmea (B). Jaboticabal, SP, 2007.
18
ÍNDICE DE TABELAS
Página
Tabela I. Duração e viabilidade dos estádios larvais, fase larval, período de
pré-pupa, fase de pupa e do período larva-adulto de A.luteipes, tendo como
presa C.viridis. Temperatura de 28±2ºC, UR de 70±10% e fotofase de 12
horas. Jaboticabal, SP, 2007
15
ASPECTOS BIOLÓGICOS DE Azya luteipes MULSANT, 1850
(COLEOPTERA:COCCINELLIDAE) EM Coccus viridis GREEN, 1889
(HEMIPTERA:COCCIDAE)
RESUMO - As cochonilhas da família Coccidae são pragas que atacam
o cafeeiro, sobretudo mudas. Uma das principais pragas de viveiros de mudas
de cafeeiro é a cochonilha Coccus viridis. Seus principais predadores são os
coleópteros da família Coccinellidae, mais especificamente a espécie Azya
luteipes. Neste trabalho foram estudados os aspectos biológicos de A. luteipes
tendo como presa C. viridis em mudas de cafeeiro em condições de
laboratório. Os ensaios foram realizados em estufas climatizadas (28± 2
º
C),
com trinta e cinco casais individualizados em recipientes plásticos/gaiolas,
sendo verificados os aspectos biológicos diariamente. O período de pré-
oviposição variou de sete a onze dias. A. luteipes ovipositou sob a carapaça
das cochonilhas, em número de dois a quatro ovos/cochonilha, podendo
ovipositar até sete ovos. Os ovos possuem forma subelíptica, coloração
leitosa-clara e a incubação ocorreu em oito dias. O número de ovos/fêmea/dia
variou entre oito a dez ovos. A. luteipes apresenta um total de quatro estádios
larvais com duração média de 2,0; 3,2: 3,6 e 4,6 dias para 1º, 2º, 3º e 4º
estádios respectivamente. A duração de pré-pupa e pupa foi de 2,0 e 10,9
dias, respectivamente. A viabilidade de cada estádio foi de 91,9%; 89,3%;
90,2%; 96,4%; 99,1% e 98,2% para 1º, 2º, 3º, 4º, pré-pupa e pupa,
respectivamente. A média total foi de 34,3±2,6 dias para o período ovo-adulto
e a razão sexual foi de 0,52.
PALAVRAS-CHAVE: ciclo de vida, coccinelídeos, cochonilha-verde
BIOLOGICAL ASPECTS OF Azya luteipes MULSANT, 1850
(COLEOPTERA:COCCINELLIDAE) IN Coccus viridis GREEN, 1889
(HEMIPTERA:COCCIDAE)
SUMMARY - Scales of the Coccidae family is pests that attack the
coffee crops. Its main predators are the coleopters of the Coccinellidae family,
more known ladybeetles. One of the main plagues of coffee crops is the green-
scale Coccus viridis and its main predator meets Azya luteipes. In this work the
biological aspects of A. luteipes had been studied having as imprisoned C.
viridis in coffee crops in laboratory conditions. The assays had been carried
through in climatized greenhouses (28± 2ºC). Thirty and five couples had been
formed with just-emerged and individual in plastics containers and verified the
biological aspects daily. The period of daily pay oviposition varied of seven the
eleven days. A. luteipes it deposited the eggs under the scale, in number of
two four eggs for scale being able to up to seven eggs. The eggs possess
subelliptical form, milky-clear coloration and its incubation occurred in eight
days. The number for eggs for female per day varied enters eight ten eggs. A.
luteipes presents a total of four larval stadiums with duration of 2.0, 3.2, 3.6
and 4.6 days for 1º, 2º, 3º and 4º stadiums respectively. The duration of daily
pay-pupa and pupa was of 2.0 and 10.9 days. The viability of each stadium
was of 91.9%; 89.3%; 90.2%; 96.4%; 99.1% and 98.2% for 1º, 2º, 3º, 4º, daily
pay-pupa and pupa, respectively. The total average was of 34.3±2.6 days for
the period egg-adult and the sexual reason was of 0.52.
KEYWORDS: coccinelids, green-scale, life cicle
I. INTRODUÇÃO
A agricultura convencional, procurando atingir a maximização da produção,
utiliza um modelo tecnológico insustentável, como por exemplo, a utilização de
agrotóxicos no controle de pragas. Além da toxicidade aos alimentos e ao meio
ambiente, estes produtos provocam, em médio prazo, a ressurgência de pragas pela
eliminação de seus inimigos naturais (WOLFF et al., 2004). Assim, busca-se novas
abordagens para solucionar os diversos problemas enfrentados pela agricultura
moderna (ALTIERI et al., 2003). Desde a metade dos anos 60, o manejo integrado de
pragas tem sido defendido pela FAO como a melhor conjunto de táticas e estratégias
para o controle de pragas (FAO, 2000).
O Brasil é o maior produtor mundial de café, com uma produção estimada, na
safra 2006/2007, de cerca de 41,6 milhões de sacas beneficiadas de 60 kg. Os Estados
de Minas Gerais com cerca de 21 milhões de sacas beneficiadas, Espírito Santo com 9
milhões, São Paulo com cerca de 4 milhões, Paraná e Bahia com 2 milhões e Rondônia
com 1 milhão são os que detêm as maiores produções (AGRIANUAL, 2007). Dentro do
conceito de agricultura racional, o controle às pragas do cafeeiro ocupa lugar de
destaque. O cafeeiro é atacado por muitas pragas que, se não combatidas
devidamente, ocasionam grandes prejuízos e em muitos casos limita sua produção.
Dentre as pragas que ocorrem no cafeeiro estão as cochonilhas pertencentes às
famílias Coccidae, Pseudococcidae e Diaspididae. A característica marcante do ataque
desses insetos é que, após sua fixação, o inseto perfura as folhas com seu aparelho
bucal e inicia a sucção da seiva, onde pode haver a introdução de toxinas que
ocasionam queda de folhas e reduz a produtividade e a qualidade dos frutos produzidos
(BARTRA, 1974).
A cochonilha-verde Coccus viridis Green, 1889 (Hemiptera:Coccidae) é
encontrada normalmente em ramos e folhas novas, ao longo da nervura principal das
folhas de cafeeiro. O seu controle biológico natural dá-se da ação de inimigos naturais,
entre os quais predadores pertencentes à família Coccinellidae, também conhecidos
como joaninhas. Esses indivíduos tanto na fase larval como na fase adulta, são
predadores vorazes de pulgões, cochonilhas e de ovos e larvas de primeiro ínstar de
lepidópteros (HAGEN, 1962; CLAUSEN, 1972). Segundo OLKOWSKY et al. (1990), os
coccinelídeos estão entre os mais conhecidos predadores de insetos e ocorrem na
maioria das regiões do mundo, controlando pragas em inúmeras culturas (SANTOS &
BUENO, 1999). Apresentam grande atividade de busca, ocupando todos os ambientes
de suas presas, sendo por isso eficientes agentes para controle biológico dessas
pragas (HODEK, 1967; 1973).
Dentre as diversas espécies de joaninhas, estão as pertencentes ao gênero Azya
Mulsant, o qual possui treze espécies neotropicais. A maioria destas espécies possui
potencial de importância para o controle biológico, sendo inclusive introduzidas em
outras regiões do mundo (ALMEIDA & CARVALHO, 1996). Uma das espécies desse
gênero é Azya luteipes Mulsant, 1850 (Coleoptera:Coccinellidae), amplamente citada
como predadora de muitas espécies de cochonilhas da família Coccidae, como
Ceroplastes cirripediformis Comstock, Pulvinaria psidii Maskell, Saissetia oleae
(Bernard) e Coccus viridis Green (BARTLETT, 1978).
Apesar de ser citada em levantamentos entomológicos no controle biológico
aplicado em cítrus, publicações sobre sua biologia, morfologia e comportamento são
bastante escassas na literatura científica brasileira e mundial. Assim sendo, este
trabalho teve por objetivo estudar os aspectos biológicos de A. luteipes alimentadas por
diferentes fases de C. viridis.
II. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Cochonilha-verde Coccus viridis Green, 1889
A família Coccidae é formada por indivíduos sem carapaça e corpo mole, e inclui
algumas das pragas mais prejudiciais às grandes culturas e plantas ornamentais. Os
ovos são depositados debaixo da cochonilha-mãe ou ocasionalmente podem ser
colocados em sacos, onde nascem os indivíduos jovens. Estes jovens se locomovem
ou são levados pelo vento em busca de posições favorecidas nas plantas onde eles se
fixam e começam a se alimentar. Após encontrarem locais para se fixarem, perdem
seus olhos, pernas e antenas, e permanecem sésseis, considerando que outros retêm
estes órgãos e podem mover-se para outros locais durante as fases subseqüentes de
desenvolvimento. As espécies mais conhecidas estão incluídas nos gêneros Coccus,
Ceroplastes, Pulvinaria, Lecanium e Saissetia (BARTLETT, 1978).
A cochonilha-verde Coccus viridis Green, 1889 (Hemiptera: Coccidae) ocorre nas
regiões tropicais do mundo (MERRILL, 1953). Aponta-se como sendo uma espécie de
origem brasileira, e é cosmopolita ao longo dos trópicos, com exceção da Austrália
(MAU & KESSING, 1992).
A fêmea possui coloração verde-pálida brilhante com um preto distinto,
marcando internamente um “U” amoldado irregular, dorsalmente visível a olho nu
(DEKLE & FASULO, 2001). Seu corpo pode variar de 2 a 3 mm de comprimento. Duas
manchas pretas marginais também estão presentes e podem ser vistas com uma lente
de mão. Seu formato pode ser descrito como oval e moderadamente convexo. Os
indivíduos mortos são marrom-claros ou amarelados, e a marcação preta é perdida
(DEKLE & FASULO, 2001). As ninfas são ovais e coloração verde-amarelada, com seis
pernas curtas. Há três estádios ninfais até o adulto, e cada estádio é mais oval que a
fase anterior (MAU & KESSING, 1992). Os ovos são verde-claros, ovais, são postos
isoladamente, e permanecem embaixo da carapaça da fêmea, onde estão protegidos.
O período de incubação varia de alguns minutos a várias horas depois de ovipositados
(FREDRICK, 1943; DEKLE & FASULO, 2001).
A cochonilha-verde é partenogenética e ovípara (FREDRICK, 1943). Pode
ovipositar por mais de 42 dias. No sul da Flórida a duração do tempo do ovo à
maturidade, durante os meses de fim de verão, varia de 50 a 70 dias (FREDRICK,
1943). Uma vez que uma folha ou broto satisfatório é encontrado, as ninfas se fixam e
começam a se alimentar. Elas normalmente permanecem neste mesmo lugar a menos
que a posição fique desfavorável. A fêmea madura não se locomove (MAU & KESSING,
1992).
A face preferida para a fixação da ninfa é abaixo da folha, e podem ser
encontradas cochonilhas adultas em uma linha ao longo de ambos os lados da nervura
principal das folhas. Freqüentemente eles atacam os brotos jovens, então normalmente
pode-se ver apenas uma massa de cochonilhas (MARTORELL, 1945).
Essa cochonilha tropical pode ocorrer em plantas jovens de viveiros comerciais,
resultando em problema nos sistemas quaternários. Quando em grandes populações,
as plantas apresentam-se amareladas, com desfolhamento, redução da fixação dos
frutos e perda de vigor. É uma praga importante na cultura do café em alguns países,
às vezes devastando até o fim a produção de café (LEPELLEY, 1968).
Normalmente as ocorrências de cochonilhas são acompanhadas por fumagina,
um fungo preto que se desenvolve no “honeydew” excretado pela cochonilha. Por isso
as cochonilhas também estão normalmente associadas às formigas (DEKLE &
FASULO, 2001)
As populações de formigas que associam-se às cochonilhas ajudam a reduzir a
eficiência ao combates dessa praga. As formigas protegem as cochonilhas-verdes
adultas de joaninhas e outros predadores. Em troca, as formigas se alimentam do
“honeydew” excretado pelas cochonilhas. Sem as formigas a cochonilha-verde é mais
vulnerável para depredação por coccinelídeos (MAU & KESSING, 1992).
No Havaí, dentre os coccinelídeos predadores dessa praga estão Orcus
chalybeus (Boisduval), Chilocorus circumdatus (Schonherr), Azya orbigera (Mulsant),
Cryptolaemus montrouzieri (Mulsant) (CLAUSEN et al., 1978; CHARANASRI &
NISHIDA, 1975). Nesse mesmo país, em 1908, um controle significativo foi realizado
por Azya luteipes, que foi importada do México (BARTLETT, 1978).
2.2. Família Coccinellidae
Os representantes da família Coccinellidae, insetos denominados vulgarmente
de joaninhas, foram descritos por LINNAEUS (1758) no gênero Coccinella com 36
espécies. A classificação da família Coccinellidae foi pesquisada por MULSANT (1846,
1850) e apenas poucas modificações feitas por CROTCH (1874) e SASAJI (1968)
propuseram a classificação que os estudiosos em coccinelídeos têm se baseado.
Muitos trabalhos apresentam seis subfamílias para Coccinellidae: Sticholotidinae,
Scymninae, Coccidulinae, Chilocorinae, Coccinellinae e Epilachninae (BOOTH et al.
1990; PAKALUK et al. 1994; LAWRENCE & NEWTON, 1995; KUZNETSOV, 1997;
ARAUJO-SIQUEIRA, 2005). Atualmente, a família conta com cerca de 6.000 espécies
(VANDENBERG, 2002).
Os adultos são de formato oval, com o comprimento variando de 1mm a mais de
10mm dependendo da espécie, e têm asas. As fêmeas em média são maiores que os
machos. Os adultos de algumas espécies são muito coloridos e suas mandíbulas são
utilizadas para mastigar. A hemolinfa desses insetos é repelente e tem um cheiro
repulsivo, como também contém (em algumas espécies) várias toxinas alcalóides
(adalina, coccinelina, exochomina, hippodamina, etc.). Essa hemolinfa é de cor amarela
e a sua repelência e toxicidade podem ser creditadas para mecanismos de defesa
contra predadores (FRANK & MIZELL, 2004).
A família Coccinellidae é constituída principalmente por espécies predadoras,
que são eficientes agentes no controle de pragas (HAGEN, 1962; KATO et al., 1999).
São, pois, de importância extraordinária em diversos agroecossistemas, sendo
recomendável sua incorporação em programas de manejo integrado de pragas
(HODEK, 1973; OBRYCKI & KRING, 1998; IPERTI, 1999; SILVA et al., 2003). O caso
mais conhecido de sucesso envolvendo um coccinelídeo no controle biológico de uma
praga foi em 1880, com a introdução da joaninha Novius (Rodolia) cardinalis em 33
países para o controle da cochonilha Icerya purchasi Maskell (Hemiptera:
Margarodidae) nativa da Austrália (GORDON, 1985).
As espécies predadoras dessa família alimentam-se de diversas pragas, tais
como afídeos, cochonilhas com e sem carapaça e mosca-branca. Dentre as que
alimentam-se de moscas-brancas (Bemisia sp.) estão as espécies Delphastus catalinae
(Horn), D. pallidus (LeConte), D. pusillus (LeConte)(Tribo Serangiini) e Nephaspis
oculatus (Blatchley) (Tribo Scymnini), na Flórida (FRANK & MIZELL, 2004).
Os coccinelídeos predadores de afídeos na Flórida, pertencem à Tribo
Coccinellini, e são as espécies Coccinella navemnotata Herbst, Coccinella
septempunctata L., Coelophora inaequalis (F.), Coleomegilla maculata DeGeer,
Cycloneda munda (Say), Cycloneda sanguinea Linnaeus, 1763, Harmonia axyridis
Pallas, Harmonia dimidiata (Frabicius), Hippodamia convergens Guérin-Méneville,
Mulsantina picta (Randall), Naemia seriata (Melsheimer) e Neoharmonia venusta
(Melsheimer) (FRANK & MIZELL, 2004). No controle biológico de Aphis gossypii Glover,
1877 foi observado como predadoras as espécies Cycloneda sanguinea (Linnaeus) e
Hippodamia convergens Guérin-Méneville (SOARES & BUSOLI, 1995; ANDRADE &
PENNA, 1999; ORTIZ, et al., 1999; GUERREIRO, et al., 2002; BOIÇA JUNIOR, et al.,
2004).
No Brasil, o gênero Scymnus foi observado na cultura do sorgo (VEIGA et al.,
1975; GRAVENA, 1979; CAMPOS, 1991), cana-de-açúcar (ARIOLI & LINK, 1987),
cítrus (BARTOSZECK, 1980), batata (HOHMANN, 1989), couve (SOUZA, 1990),
macieira (BARTOSZECK, 1975), ameixeira e pessegueiro (BARTOSZECK, 1976),
algodão (GRAVENA & PAZETTO, 1987), soja e girassol (ARIOLI & LINK, 1987) e nas
culturas de abacaxi e coqueiro (VEIGA et al., 1975), predando os afídeos Schizaphis
graminum (Rondani, 1852), Toxoptera citricidus (Kirkaldy), Myzus persicae (Sulzer),
Macrosiphum euphorbiae (Thomas), Brevicoryne brassicae (Linnaeus, 1758), Aphis
spiraecola Patch e Brachycaudus schwartzi (Börner). Também se alimentou de ovos de
Alabama argillacea (Hübner, 1818), ovos de cigarrinhas do gênero Agallia e Empoasca
e as cochonilhas Dysmicoccus brevipes (Cockerell) e Pseudococcus sp. (SANTOS &
BUENO, 1999). TEDDERS (1978) estudando afídeos que atacam pecan em Byron, na
Geórgia, encontrou como predadores mais importantes as joaninhas Olla v-nigrum
(Mulsant, 1866), Olla abdominalis (Lima, 1981) e Hippodamia convergens. Há poucas
informações com relação às espécies do gênero Olla no Brasil, mas a espécie Olla v-
nigrum tem sido estudada como predadora do psilídeo da sibipiruna (Caesalpinia
peltophoroides), Psylla sp. (Homoptera: Psyllidae) (KATO et al., 1999).
Dentre os predadores de cochonilhas pertencentes à família Diaspididae que
ocorrem em cítrus no Brasil estão as espécies Coccinella ancoralis Germar, 1824;
Coccinella pulchella (Klug, 1829); Cryptognatha signata Mulsant, 1850; Cycloneda
sanguinea, Cycloneda callispilota (Guérin, 1844); Eriops connexa (Germar, 1824);
Exoxhomus jourdani Mulsant, 1853; Hyperaspis festiva Mulsant, 1850; Hyperaspis
notata Mulsant, 1850; Pentilia egena Mulsant, 1850; Zagreus bimaculosus (Mulsant,
1850) (WOLFF et al., 2004). A espécie Coccidophilus citricola Brèthes, 1905 também é
um coccinelídeo predador de diversas espécies de cochonilhas-de-carapaça na
América do Sul (BOSQ, 1943; CROUZEL, 1973), sendo considerada predadora-chave
dessas cochonilhas nos pomares citrícolas brasileiros (GRAVENA, 1980; SILVA, et al.,
2003).
MULSANT (1850) incluiu o gênero Azya Mulsant na "filial Azyaires" da família
“Chnoodiens”. CROTCH (1874) mencionava o gênero Azya numa família substituta de
Exoplectrides, como “grupamento 2, Azyae ". SCHILDER & SCHILDER (1928) usou o
nome tribal Azyini, e a terminologia dos Schilder foi seguida por autores subseqüentes.
Em comparação de Azya com gêneros de Coccidulinae e Exoplectrinae indica que Azya
não é um gênero de qualquer subfamília, mas é uma terceira linha filogenética que
pode ser classificada melhor como outra subfamília.
A Tribo Azyinae contém dois gêneros, Azya e Psedoazya (GORDON, 1994) e
ambos os gêneros são conhecidos e citados, porém são pouco estudados.
A espécie Azya bioculata Gordon foi estudada por MURÚA & FIDALGO (2001),
que mostraram que essas são predadoras da cochonilha Saissetia oleae (Olivier), na
Argentina.
Já a predadora de cochonilhas Azya orbigera Mulsant, 1850 foi detectada pela
primeira vez na Flórida em 1975 (WOODRUFF & SAILER, 1977). Provavelmente foi
introduzida acidentalmente da Colômbia, é encontrada em algumas culturas de cítrus.
As asas são recobertas por estruturas semelhantes a finos pêlos, que dá ao
coccinelídeo uma aparência cerosa; há a presença de duas manchas escuras na
ausência dessas estruturas. A larva é recoberta por prolongamentos cerosos, dando a
impressão de “algodão”, o que protege o indivíduo contra o ataque de formigas
(MICHAUD et al., 2002). A. orbigera e A. luteipes tem sido utilizadas no controle de
biológico das cochonilhas Aspidiotus destructor Signoret, Carulaspis minima (Targioni-
Tozzetti), Lepidosaphes newsteadi Comstock e Coccus viridis Green, porém, resultados
satisfatórios só foram observados para as duas últimas cochonilhas mencionadas
(BARTLETT, 1978).
III. MATERIAIS E MÉTODOS
O trabalho foi desenvolvido nas dependências do Laboratório de Criação de
Coccinelídeos e Diaspidídeos do Departamento de Fitossanidade da Faculdade de
Ciências Agrárias e Veterinárias da Universidade Estadual Paulista (UNESP), Câmpus
de Jaboticabal, SP.
3. 1. Criação da cochonilha-verde Coccus viridis
A criação de C. viridis foi realizada em mudas de Coffea arabica variedade
Mundo Novo, obtidas do viveiro do Colégio Técnico Agrícola de Garça, SP, com idade
entre 2 a 3 meses e altura entre 30 – 40 cm, plantadas em sacos de plástico.
As cochonilhas foram coletadas em galhos de cítrus infestados na FEP (Fazenda
de Ensino e Pesquisa) da FCAV/UNESP e transferidas manualmente por pincel de uma
cerda e/ou transferidas por contato com material infestado para as mudas de café. As
30 mudas utilizadas no experimento tinham idade entre 7 e 9 meses, e altura entre 40 –
60 cm, plantadas em sacos plásticos e mantidas em casa de vegetação climatizada,
com os devidos tratos culturais.
3. 2. Criação do coccinelídeo Azya luteipes
Os primeiros exemplares de A. luteipes foram adultos e larvas coletados com
tubo entomológico em plantas de cítrus na FEP e transferidos para as mudas de
cafeeiro infestadas com a cochonilha-verde. A criação de A. luteipes em laboratório foi
realizada em recipientes plásticos circulares com cerca de 15cm de altura x10 cm de
diâmetro, cujas tampas eram perfuradas para trocas gasosas (Figura 1A). Foram
utilizadas também gaiolas individuais de polietileno (60cm diâmetro X 20cm de altura),
com duas aberturas laterais opostas, revestidas com tecido voile e tampadas com vidro
transparente de 0,5cm de espessura, assentado sobre uma camada de espuma para
vedação e confinamento dos insetos (SILVA, et al., 2003) (Figura 1B), na temperatura
ambiente de 28± 2ºC , 70±10% UR e fotofase de 12 horas.
Foto: NAIS, J. 2007
A
Foto: NAIS, J. 2007
B
Figura 1. Recipientes utilizados para o desenvolvimento da criação do coccinelídeo Azya luteipes em
laboratório. A – Recipientes plásticos individuais. B - Gaiolas de polietileno. Jaboticabal, SP, 2007.
As formas imaturas das joaninhas criadas nos recipientes foram observadas
diariamente, a fim de detectar as exúvias e conseqüente mudança de estádio. Tanto as
larvas como os adultos foram criados sobre folhas de cafeeiro infestadas com 80 a 100
cochonilhas adultas, repostas diariamente até completar o ciclo do predador,
promovendo uma oferta abundante da presa. Aos adultos foi oferecido, por meio de um
pequeno chumaço de algodão, solução de água+mel a 10% como alimento
suplementar. A partir desse modelo de criação, foram obtidos os adultos que foram
utilizados para estudar os seguintes aspectos biológicos: período de pré-oviposição,
número de ovos/fêmea/dia, número e duração dos estádios larvais, mortalidade de
cada estádio e razão sexual. Os ovos foram separados com auxílio de pincéis
pequenos de poucas cerdas, em outros recipientes, para a observação do período de
incubação.
Os casais foram formados após a observação de alguns indivíduos adultos
copulando, constatando-se que a diferenciação sexual na espécie dá-se pela coloração
da cabeça. Cerca de 35 casais foram formados a partir de adultos recém-emergidos e,
desses, 11 casais foram individualizados em recipientes plásticos, e os outros casais,
dispostos em 2 pares por gaiola em 7 gaiolas, já descritas anteriormente.
Nas gaiolas, os casais foram colocados com uma muda infestada com
cochonilhas e solução de água+mel a 10%, e mantidos à temperatura de 28± 2ºC. As
mudas eram vistoriadas diariamente sob microscópio estereoscópio a fim de se
observarem o comportamento de oviposição das fêmeas e os locais de postura. Os
dados dos aspectos biológicos estudados (duração de fases e estádios) de 112 insetos
foram submetidos a uma Análise de Variância (Teste F) e as médias, comparadas pelo
Teste de Tukey, a 5% de probabilidade. Foram computados a mortalidade dos estádios
larvais, os períodos de pré-pupa e pupa, e o total do ciclo evolutivo, e calculados as
percentagens respectivas de viabilidade das fases e os estádios do desenvolvimento do
inseto. Do número total de adultos obtidos, calculou-se a razão sexual da espécie.
IV. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Caracterização da pré-oviposição e oviposição
O período de pré-oviposição de A. luteipes variou entre sete e onze dias. Os
ovos são muito frágeis, possuem forma subelíptica, coloração leitosa-clara (Figura 2) e
o período de incubação ocorre em média de 8,3±1,2 dias (Tabela I).
A fêmea deposita os ovos abaixo do escudo e do corpo das cochonilhas,
levantando a borda dessas e depositando os ovos (Figura 3A), estando o corpo dessas
cochonilhas inteiras ou parcialmente consumidas. O comportamento de ovipositar sob
as cochonilhas protege os ovos do coccinelídeo de inimigos naturais, assegurando a
emergência das larvas. Esse comportamento de oviposição semelhante também foi
observado para Pentilia egena Mulsant sobre a presa Aspidiotus nerii (GUERREIRO,
2000), para Azya bioculata Gordon, por RICCI (1985), e para Coccidophilus citricola
Brèthes, 1905 (SILVA et al., 2003; SILVA et al., 2004). Raramente foram observados
ovos depositados nas axilas situadas na base do pecíolo das folhas, em pequenos
orifícios e reentrâncias dos caules novos, e nas folhas ainda unidas dos brotos novos.
A
Foto: NAIS, J. 2007
1
2
Foto: NAIS, J. 2007
B
Figura 2. A: Ovos de A. luteipes, nas folhas novas de cafeeiro. B: Os números 1 e 2 indicam os ovos, em
detalhe. Jaboticabal, SP, 2007.
A
Foto: NAIS, J. 2007
→
1
2
3
4
5
B
Figura 3. A: Presença de ovos de A. luteipes abaixo do corpo das cochonilhas C. viridis. A seta mostra o
ovo. B: Os números 1, 2, 3, 4 e 5 indicam os ovos. Jaboticabal, SP, 2007.
O número de ovos depositados sob uma cochonilha adulta varia de dois a quatro
por cochonilha, podendo depositar até sete ovos (Figura 3B). O número de
ovos/fêmea/dia varia de oito a dez ovos, podendo chegar a vinte ovos, dependendo da
idade do casal e da longevidade.
4.2. Caracterização dos estádios larvais
A. luteipes apresenta quatro estádios larvais, confirmando as observações de
HODEK (1973) para os coccinelídeos em geral. A duração média de cada estádio foi de
2,0±0; 3,2±0,5; 3,6±0,5 e 4,6±0,5 dias para 1º, 2º, 3º e 4º estádios, respectivamente
(Tabela I). As larvas são ágeis e do tipo campodeiforme, de coloração amarela e
recobertas por filamentos cerosos (Figura 4). Isto confere uma proteção à larva contra
possíveis ataques oportunistas de predadores generalistas, como formigas e pássaros.
E quando molestada, produz uma gotícula de cor amarela, sem cheiro e levemente
pegajosa, na região das articulações sob o tórax.
Figura 4. Larvas de A. luteipes recobertas por filamentos cerosos. Jaboticabal, SP, 2007.
Em cada ecdise (Figura 5), a larva abandona a exúvia e procura esconder-se,
provavelmente para iniciar a produção dos prolongamentos cerosos de seu corpo que,
em torno de 24 horas, já podem ser vistos no dorso da larva, em pequena quantidade.
Não foi observado canibalismo entre as larvas quando essas eram mantidas juntas em
um mesmo recipiente.
Figura 5. Larva de 2º estádio de A. luteipes, de cor amarelada emergindo da exúvia, ainda sem a
presença dos filamentos cerosos no corpo. Jaboticabal, SP, 2007.
Tabela I. Duração e viabilidade dos estádios larvais, fase larval, período de pré-pupa, fase de pupa e período larva-
adulto de A. luteipes, tendo como presa C.viridis. Temperatura de 28±2ºC, UR de 70±10% e fotofase de 12 horas.
Jaboticabal, SP, 2007.
Duração (dias)
Estádio/Fase/Período Viabilidade (%)
χ ±EP
1
Amplitude
Ovo 8,3±1,2 7-11 80,3
1º estádio larval 2,0±0,0 2-2 91,9
2º estádio larval 3,2±0,5 2-4 89,3
3º estádio larval 3,6±0,5 3-4 90,2
4º estádio larval 4,6±0,5 4-5 96,4
Fase larval 13,4±1,3 11-16 82,1
Pré-pupa 2,0±0,0 2-2 99,1
Pupa 10,9±1,3 10-13 98,2
Ovo-adulto 34,3±2,6 31-39 79,5
1
Média ± erro- padrão
A larva de quarto estádio, ao se aproximar da fase de pupa (período também
denominado de “pré-pupa” por alguns autores, segundo HODEK, 1973) interrompe a
alimentação e permanece praticamente imóvel; a produção dos filamentos cerosos
aumenta, dando a impressão de aumento de volume. Já na fase de pupa, o inseto
permanece com a última exúvia recobrindo-lhe o corpo e, por cima dessa, os filamentos
cerosos em grande quantidade (Figura 6).
A duração média da fase de pré-pupa e da fase pupal foi de 2,0±0 e 10,9±01,3
dias, respectivamente. A viabilidade de cada estádio larval foi de 91,9%; 89,2%; 90,1%
e 96,4%, respectivamente para 1º, 2º, 3º e 4º estádios e 99,1% e 98,2% para as fases
de pré-pupa e pupa, respectivamente. A duração média total do ciclo evolutivo foi de
34,3±2,6 dias para o período de ovo-adulto (Tabela I) e viabilidade total de 79,5%.
Figura 6. Pupa de A. luteipes. Observar a grande quantidade de filamentos cerosos no corpo.
Jaboticabal, SP, 2007.
4.3. Caracterização do adulto
Os adultos de A. luteipes após a emergência possuem uma coloração amarela,
clara, e manchas negras nos élitros são bem perceptíveis. Após algumas horas tornam-
se cinzas, e não abandonam a exúvia totalmente até ficarem com a coloração
característica cinza escura com uma mancha negra em cada élitro (Figura 7A), o que
também foi observado por ROMERO et al. (1974) para a espécie Scymnus (Pullus) sp e
por GUERREIRO (2000) para Pentilia egena Mulsant, 1850. As pernas e o abdome em
ambos os sexos são de coloração amarela (Figura 7B).
Entre os casais foi observado oofagia por parte dos adultos que, quando
tocados, retraem as antenas e as pernas e, como mortos, deixam-se cair ao solo, como
foi observado por COSTA LIMA (1953) para a maioria dos coccinelídeos.
A razão sexual foi de 0,52, ou seja, 52% dos adultos emergidos eram fêmeas. O
abdome das fêmeas é maior e mais largo em relação ao abdome do macho que é
menor e mais afilado (Figura 7C e 7D). A distinção entre os sexos foi feita através da
coloração da cabeça. Adultos de A. luteipes foram colocados juntos e, observando-se
os indivíduos em cópula, procurou-se alguma diferença morfológica entre esses
indivíduos. Assim, a diferenciação entre os sexos foi feita pela cor da cabeça; Nos
machos, a cabeça é de cor amarela (Figura 8A); já as fêmeas possuem a cabeça de cor
cinza, igual a doa élitros (Figura 8B).
Foto: NAIS, J. 2007
A
Foto: NAIS, J. 2007
B
C
D
Figura 7. Adultos de A. luteipes em vista dorsal. A: Detalhe das manchas negras nos élitros. B: Vista
lateral de um macho da espécie. C e D: Detalhe do abdome maior na fêmea (C) e menor no macho (D).
Jaboticabal, SP, 2007.
A
B
Figura 8. Cabeças de adultos de A. luteipes. Em detalhe a cabeça de cor amarela do macho (A) e de cor
cinza da fêmea (B). Jaboticabal, SP, 2007.
V. CONCLUSÕES
Com base nos resultados obtidos nas condições que se desenvolveu o trabalho
pode-se concluir que:
- Fêmeas de A. luteipes ovipositam abaixo do escudo da cochonilha, mesmo
quando essas foram parcialmente consumidas;
- Fêmeas do coccinelídeo ovipositam em média 20 ovos/dia, com alta viabilidade;
- Não há canibalismo entre as larvas do coccinelídeo;
- A caracterização morfológica da cabeça de machos e fêmeas de A. luteipes
permite a separação dos sexos.
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