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AVALIAÇÃO IN VITRO DA AÇÃO ANTIPARASITÁRIA DO EXTRATO AQUOSO E
ETANÓLICO DO ANGICO PRETO (Anadenanthera macrocarpa) (Benth.) BRENAN
SOBRE O CARRAPATO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini, 1887)
MANOEL LOPES DA SILVA FILHO
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Ciência Animal da Universidade
Federal do Piauí, como requisito para obtenção
do título de Mestre em Ciência Animal, Área de
Concentração: Clínica Médico – Cirúrgica de
Animais de Interesse Econômico.
TERESINA
Estado do Piauí – Brasil
Agosto – 2007
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Livros Grátis
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AVALIAÇÃO IN VITRO DA AÇÃO ANTIPARASITÁRIA DO EXTRATO AQUOSO E
ETANÓLICO DO ANGICO PRETO (Anadenanthera macrocarpa) (Benth.) BRENAN
SOBRE O CARRAPATO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini, 1887)
MANOEL LOPES DA SILVA FILHO
Médico Veterinário
Orientador: Profº. Dr. Rozeverter Moreno Fernandes
Co-orientador: Profª. Dra. Maria do Carmo de Souza Batista
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Ciência Animal da Universidade
Federal do Piauí, como requisito para obtenção
do título de Mestre em Ciência Animal, Área de
Concentração: Clínica Médico – Cirúrgica de
Animais de Interesse Econômico.
TERESINA
Estado do Piauí – Brasil
Agosto – 2007
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S586a Silva Filho, Manoel Lopes
Avaliação in vitro da ação antiparasitária do extrato aquoso e etanólico
do angico preto (Anadenanthera macrocarpa ) (Benth.) Brenan sobre o
carrapato Rhipicephalus (Boophilus) microplus ( Canestrini, 1887 ) /
Manoel Lopes da Silva Filho -- Teresina : 2007
--f.
Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Piauí, 2007
Orientador: Profº Dr. Rozeverter Moreno Fernandes
1. Farmacologia Veterinária 2. Parasitologia 3. Plantas Medicinais
Atividade Larvicida 4. Angico Preto 5. Carrapato I. Título
CDD 636. 089 51
AVALIAÇÃO IN VITRO DA AÇÃO ANTIPARASITÁRIA DO EXTRATO AQUOSO E
ETANÓLICO DO ANGICO PRETO (Anadenanthera macrocarpa) (Benth.) BRENAN
SOBRE O CARRAPATO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini, 1887)
MANOEL LOPES DA SILVA FILHO
Dissertação aprovada em: / / .
Comissão julgadora:
___________________________________________________________
Profª. Dra. Ana Carolina de Souza Chagas EMBRAPA/SUDESTE
___________________________________________________________
Profº. Dr. Amilton Paulo Raposo Costa / CCA - UFPI
___________________________________________________________
Profº. Dr. Rozeverter Moreno Fernandes / CCA – UFPI
(Orientador)
v
Dedicatória
A D eus, por ter me concedido à vida, à m inha família
que me apoiou e deu-me subsídio para que eu alcançasse
mais esta vitória, a meus pais M anoel L opes da Silva e
M aria dos Remédios Galvão Vieira por me darem am or,
carinho, am izade, compreensão e lição de vida. E m
especial a minha filha M anuelle Rodrigues da Silva que
sempre me compreendeu m esm o quando precisei ficar
ausente, sendo a razão de todo este esforço, à minha
esposa Glauciany Soares Lopes que foi o pilar da minha
vitória, pois sem sua orientação, compreensão e,
principalmente, seu amor, eu nada conseguiria. A os
meus irmãos M arinalva, M arileide, M acedônio e Paulo
Júnior e aos meus sobrinhos M organa, W ellington,
M acyel, Elzyane e Gabriel as minhas enteadas
Gabrielle e Renatha, por me darem amizade e
fraternidade,
D edico.
vi
AGRADECIMENTO ESPECIAL
Ao m eu orientador e amigo
Ao m eu orientador e amigoAo m eu orientador e amigo
Ao m eu orientador e amigo Prof.º D r. R ozeverter M oreno F ernandes pela amizade e colaboração na
Prof.º D r. Rozeverter M oreno Fernandes pela am izade e colaboração na Prof.º D r. Rozeverter M oreno Fernandes pela am izade e colaboração na
Prof.º D r. Rozeverter M oreno Fernandes pela am izade e colaboração na
realização do experim ento;
realização do experim ento;realização do experim ento;
realização do experim ento;
À Prof.ª D ra. M aria do Carmo de Sousa Batista por ser um exemplo de dedicação à pesquisa e ter
À Prof.ª D ra. M aria do Carmo de Sousa Batista por ser um exemplo de dedicação à pesquisa e ter À Prof.ª D ra. M aria do Carmo de Sousa Batista por ser um exemplo de dedicação à pesquisa e ter
À Prof.ª D ra. M aria do Carmo de Sousa Batista por ser um exemplo de dedicação à pesquisa e ter
ajudado a realização desta pesquisa;
ajudado a realização desta pesquisa;ajudado a realização desta pesquisa;
ajudado a realização desta pesquisa;
Ao Prof.º D r.Gregório E lias N unes Viana responsável pela informação popular sobre o uso da planta
Ao Prof.º D r.Gregório E lias N unes Viana responsável pela informação popular sobre o uso da planta A o Prof.º D r.G regório E lias N unes V iana responsável pela informação popular sobre o uso da planta
Ao Prof.º D r.Gregório E lias N unes Viana responsável pela informação popular sobre o uso da planta
e por ter cedido a propriedade para a coleta de material vegetal;
e por ter cedido a propriedade para a coleta de material vegetal;e por ter cedido a propriedade para a coleta de material vegetal;
e por ter cedido a propriedade para a coleta de material vegetal;
À Prof.ª D ra. M aria Z enaide
À Prof.ª D ra. M aria Z enaideÀ Prof.ª D ra. M aria Z enaide
À Prof.ª D ra. M aria Z enaide de L ima
de Lim a de Lim a
de Lim a Chagas M oreno F ernandes pela ajuda, dedicação na rea
Chagas M oreno Fernandes pela ajuda, dedicação na rea Chagas M oreno Fernandes pela ajuda, dedicação na rea
Chagas M oreno Fernandes pela ajuda, dedicação na realização
lização lização
lização
deste trabalho;
deste trabalho;deste trabalho;
deste trabalho;
Ao Prof.º D r. José A lgaci Lopes da Silva pela ajuda, contribuição na realização deste trabalho;
Ao Prof.º D r. José A lgaci Lopes da Silva pela ajuda, contribuição na realização deste trabalho;Ao Prof.º D r. José A lgaci Lopes da Silva pela ajuda, contribuição na realização deste trabalho;
Ao Prof.º D r. José A lgaci Lopes da Silva pela ajuda, contribuição na realização deste trabalho;
Ao Prof.º D r. A ntonio Aécio de Carvalho B ezerra pela ajuda, contribuição na realização deste
Ao Prof.º D r. A ntonio Aécio de Carvalho B ezerra pela ajuda, contribuição na realização deste Ao Prof.º D r. Antonio Aécio de Carvalho B ezerra pela ajuda, contribuição na realização deste
Ao Prof.º D r. A ntonio Aécio de Carvalho B ezerra pela ajuda, contribuição na realização deste
trabalho;
trabalho;trabalho;
trabalho;
Aos Prof. M Sc. José H ernandes
Aos Prof. M Sc. José H ernandes Aos Prof. M Sc. José H ernandes
Aos Prof. M Sc. José H ernandes Rufino de Sousa e M árcio Cleto Soares de M oura pela contribuição na
Rufino de Sousa e M árcio Cleto Soares de M oura pela contribuição na Rufino de Sousa e M árcio Cleto Soares de M oura pela contribuição na
Rufino de Sousa e M árcio Cleto Soares de M oura pela contribuição na
realização deste trabalho;
realização deste trabalho;realização deste trabalho;
realização deste trabalho;
À Prof.ª Esp. Glauciany Soares Lopes por está presente em todos os momentos deste experimento,
À Prof.ª Esp. Glauciany Soares Lopes por está presente em todos os momentos deste experimento, À Prof.ª Esp. Glauciany Soares Lopes por está presente em todos os momentos deste experimento,
À Prof.ª Esp. Glauciany Soares Lopes por está presente em todos os momentos deste experimento,
exemplo de dedicação ao trabalho;
exemplo de dedicação ao trabalho; exemplo de dedicação ao trabalho;
exemplo de dedicação ao trabalho;
Aos Colegas B runo
Aos Colegas B runoAos Colegas B runo
Aos Colegas B runo Leandro
Leandro Leandro
Leandro M ar
M ar M ar
M aranhão
anhãoanhão
anhão D iniz
D iniz D iniz
D iniz e D anilo
e D anilo e D anilo
e D anilo Rodrigues Barros Brito
R odrigues B arros Brito R odrigues B arros Brito
R odrigues B arros Brito, pela colaboração na
, pela colaboração na , pela colaboração na
, pela colaboração na
realizaç
realizaçrealizaç
realização dos experimentos.
ão dos experim entos.ão dos experim entos.
ão dos experim entos.
vii
AGRADECIMENTOS
À U niversidade Federal do P iauí por m inha com pleta formação profissional, e por viabilizar esta
À U niversidade Federal do P iauí por m inha com pleta formação profissional, e por viabilizar esta À U niversidade Federal do P iauí por minha com pleta formação profissional, e por viabilizar esta
À U niversidade Federal do P iauí por m inha com pleta formação profissional, e por viabilizar esta
pesquisa;
pesquisa;pesquisa;
pesquisa;
À
À À
À Coordenação do Progra
Coordenação do PrograCoordenação do Progra
Coordenação do Program a de Pós
ma de Pósma de Pós
ma de Pós-
--
-graduação
graduação graduação
graduação em Ciência Animal
em Ciência A nimalem Ciência A nimal
em Ciência A nimal (PPGCA)
(PPG CA ) (PPG CA)
(PPG CA ), pelo empenho e
, pelo empenho e , pelo empenho e
, pelo empenho e
incenti
incentiincenti
incentivo,
vo,vo,
vo, representado pelo Prof.º D r. Francisco de Assis Lima Costa;
representado pelo Prof.º D r. Francisco de A ssis Lima Costa; representado pelo Prof.º D r. Francisco de A ssis Lima Costa;
representado pelo Prof.º D r. Francisco de A ssis Lima Costa;
À Coordenação de Aperfeiçoam ento de Pessoal de N ível
À Coordenação de Aperfeiçoam ento de Pessoal de N ívelÀ Coordenação de Aperfeiçoam ento de Pessoal de N ível
À Coordenação de Aperfeiçoam ento de Pessoal de N ível Superior
Superior Superior
Superior –
––
– CAPE S /
CA PES / CA PES /
CA PES / pelo suporte financeiro,
pelo suporte financeiro, pelo suporte financeiro,
pelo suporte financeiro,
indispensável para a real
indispensável para a realindispensável para a real
indispensável para a realização deste trabalho;
ização deste trabalho;ização deste trabalho;
ização deste trabalho;
À Pró
À PróÀ Pró
À Pró-
--
-Reitoria de Pesquisa e P ós
Reitoria de Pesquisa e P ósReitoria de Pesquisa e P ós
Reitoria de Pesquisa e P ós-
--
-Graduação, pelo apoio que sempre deu a todos os alunos e ao Curso
Graduação, pelo apoio que sempre deu a todos os alunos e ao Curso Graduação, pelo apoio que sempre deu a todos os alunos e ao Curso
Graduação, pelo apoio que sempre deu a todos os alunos e ao Curso
de M estrado;
de M estrado;de M estrado;
de M estrado;
Ao Centro de Ciências A grárias
Ao Centro de Ciências A grárias Ao Centro de Ciências A grárias
Ao Centro de Ciências A grárias –
––
– CCA , pelo apoio técnico e de infraestrutura para a realização deste
CCA, pelo apoio técnico e de infraestrutura para a realização deste CCA, pelo apoio técnico e de infraestrutura para a realização deste
CCA, pelo apoio técnico e de infraestrutura para a realização deste
trabalho;
trabalho;trabalho;
trabalho;
Ao D epa
Ao D epaA o Depa
Ao D epartamento de M orfofisiologia V eterinária dessa U niversidade, por ter tido a confiança de ceder
rtamento de M orfofisiologia V eterinária dessa U niversidade, por ter tido a confiança de ceder rtamento de M orfofisiologia V eterinária dessa U niversidade, por ter tido a confiança de ceder
rtamento de M orfofisiologia V eterinária dessa U niversidade, por ter tido a confiança de ceder
as instalações para a realização desse experimento;
as instalações para a realização desse experimento;as instalações para a realização desse experimento;
as instalações para a realização desse experimento;
Ao Herbário G raziela Barroso
Ao Herbário G raziela Barroso Ao Herbário G raziela Barroso
Ao Herbário G raziela Barroso –
––
– UFPI pela contribuição na identificação da planta estudada;
U FPI pela contribuição na identificação da planta estudada; U FPI pela contribuição na identificação da planta estudada;
U FPI pela contribuição na identificação da planta estudada;
Ao D epartamento d
Ao D epartamento dAo D epartamento d
Ao D epartamento d e Q uímica do Centro de Ciências da N atureza
e Quím ica do Centro de Ciências da N atureza e Quím ica do Centro de Ciências da N atureza
e Quím ica do Centro de Ciências da N atureza –
––
– CCN pelo fornecim ento de
CCN pelo fornecimento de CCN pelo fornecimento de
CCN pelo fornecimento de
equipam entos e m aterial de consumo para a realização de nossos trabalhos;
equipam entos e m aterial de consumo para a realização de nossos trabalhos;equipam entos e m aterial de consumo para a realização de nossos trabalhos;
equipam entos e m aterial de consumo para a realização de nossos trabalhos;
A todos os professores do Programa de Pós
A todos os professores do Programa de PósA todos os professores do Programa de Pós
A todos os professores do Programa de Pós-
--
-Graduação em Ciência A nimal
Graduação em Ciência A nimalGraduação em Ciência A nimal
Graduação em Ciência A nimal (PPG CA)
(PPGCA) (PPGCA)
(PPGCA), pela am izade e
, pela am izade e , pela am izade e
, pela am izade e
pelos ensinam ent
pelos ensinam entpelos ensinam ent
pelos ensinam entos;
os;os;
os;
Aos meus am igos Sam paio, Bruno, Sergio
Aos meus am igos Sam paio, Bruno, SergioAos meus am igos Sam paio, Bruno, Sergio
Aos meus am igos Sam paio, Bruno, Sergio, D anilo
, D anilo, D anilo
, D anilo e dem ais am igos de m estrado que sempre acreditaram
e dem ais am igos de m estrado que sempre acreditaram e dem ais am igos de m estrado que sempre acreditaram
e dem ais am igos de m estrado que sempre acreditaram
e contribuíram , de algum a forma, para a concretização desse experimento, pela am izade e por estarem sem pre ao
e contribuíram , de algum a forma, para a concretização desse experimento, pela am izade e por estarem sem pre ao e contribuíram , de algum a forma, para a concretização desse experimento, pela am izade e por estarem sem pre ao
e contribuíram , de algum a forma, para a concretização desse experimento, pela am izade e por estarem sem pre ao
meu lado;
meu lado;meu lado;
meu lado;
Ao proprietário da Fazenda Sangr
Ao proprietário da Fazenda SangrAo proprietário da Fazenda Sangr
Ao proprietário da Fazenda Sangradouro,
adouro, adouro,
adouro, Sr.
Sr. Sr.
Sr. João Claudino, por ceder suas instalações, para a
João Claudino, por ceder suas instalações, para a João Claudino, por ceder suas instalações, para a
João Claudino, por ceder suas instalações, para a
realizações de nossos trabalhos;
realizações de nossos trabalhos;realizações de nossos trabalhos;
realizações de nossos trabalhos;
Ao Secretário do Program a de Pós
Ao Secretário do Program a de PósAo Secretário do Program a de Pós
Ao Secretário do Program a de Pós-
--
-graduação
graduação graduação
graduação em Ciência Animal
em Ciência Animalem Ciência Animal
em Ciência Animal (PPGCA ),
(PPG CA ), (PPG CA ),
(PPG CA ), L uís Gom es da Silva, pela
Luís Gom es da Silva, pela Luís Gom es da Silva, pela
Luís Gom es da Silva, pela
am izade e ajuda;
am izade e ajuda;amizade e ajuda;
am izade e ajuda;
Aos servidores do CCA
Aos servidores do CCA Aos servidores do CCA
Aos servidores do CCA –
––
– Justino Figueiredo Bar
Justino Figueiredo Bar Justino Figueiredo B ar
Justino Figueiredo Barbosa, Celso Antonio Solino de Freitas,
bosa, Celso A ntonio Solino de Freitas, bosa, Celso A ntonio Solino de Freitas,
bosa, Celso A ntonio Solino de Freitas, Vicente
VicenteVicente
Vicente de
de de
de
Sousa e Sr. Fernando dos Santos
Sousa e Sr. Fernando dos SantosSousa e Sr. Fernando dos Santos
Sousa e Sr. Fernando dos Santos pela amizade e colaboração;
pela amizade e colaboração; pela amizade e colaboração;
pela amizade e colaboração;
A todos os meus amigos pelas palavras de incentivo nas horas difíceis.
A todos os meus amigos pelas palavras de incentivo nas horas difíceis.A todos os meus amigos pelas palavras de incentivo nas horas difíceis.
A todos os meus amigos pelas palavras de incentivo nas horas difíceis.
M uito Obrigado!
M uito Obrigado!M uito Obrigado!
M uito Obrigado!
viii
SUMÁRIO
Lista de figuras e tabelas ................................................................................................................ix
Lista de abreviaturas e símbolos.....................................................................................................xi
Resumo..........................................................................................................................................xii
Abstract.........................................................................................................................................xiii
1. INTRODUÇÃO...........................................................................................................................1
2. REVISÃO DE LITERATURA....................................................................................................3
2.1. Histórico........................................................................................................................3
2.2. Classificação.................................................................................................................3
2.3. Biologia do Rhipicephalus (Boophilus) microplus.......................................................4
2.3.1. Morfologia......................................................................................................4
2.3.2. Ciclo evolutivo ..............................................................................................5
2.3.2.1. Fase de vida livre.............................................................................5
2.3.2.2. Fase de vida parasitária...................................................................5
2.3.3.Fisiologia do carrapato....................................................................................6
2.4. Imunidade do hospedeiro..............................................................................................8
2.5. Controle do carrapato....................................................................................................9
2.6. Carrapaticidas..............................................................................................................10
2.7. Vacina.........................................................................................................................11
2.8. Resistência..................................................................................................................12
2.9. Plantas Medicinais......................................................................................................12
2.9.1. Histórico.......................................................................................................12
2.9.2. Anadenanthera macrocarpa.........................................................................15
3. CAPÍTULO 1 ............................................................................................................................18
Resumo...............................................................................................................................18
Abstract..............................................................................................................................19
Introdução..........................................................................................................................20
Material e Métodos............................................................................................................22
Resultado e Discussão........................................................................................................26
Conclusão...........................................................................................................................29
Referências Bibliográficas.................................................................................................29
4. CAPÍTULO 2 ............................................................................................................................31
Resumo...............................................................................................................................31
Abstract..............................................................................................................................32
Introdução..........................................................................................................................32
Material e Métodos............................................................................................................33
Resultados e Discussão......................................................................................................35
Conclusão...........................................................................................................................37
Referências Bibliográficas.................................................................................................38
5. CONSIDERAÇÕES GERAIS DA TESE..................................................................................40
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS DA REVISÃO.............................................................41
ix
LISTA DE FIGURAS E TABELAS
LISTA DE FIGURAS
Página
REVISÃO DE LITERATURA GERAL
Figura 1 – Vista dorsal da morfologia do R. (Boophilus) microplus.............................................04
Figura 2 – Ciclo evolutivo do R. (Boophilus) microplus..............................................................06
Figura 3 – Vista geral da Anadenanthera macrocarpa .................................................................16
Figura 4 – Vista do tronco e da madeira........................................................................................16
Figura 5 – Vista das folhas e flores da árvore................................................................................17
Figura 6 – Vista dos frutos e sementes..........................................................................................17
CAPÍTULO 1
Figura 1 – Obtenção do extrato etanólico (EE) – rotavapor..........................................................23
Figura 2 – Congelamento do extrato etanólico (EE) (Nitrogênio liquído)....................................23
Figura 3 – Secagem do extrato etanólico (EE) – liofilizador........................................................23
Figura 4 – Balança de precisão......................................................................................................24
Figura 5 – Copos de PVC com extrato aquoso (EA).....................................................................24
Figura 6 – Teleóginas fixadas em Placa de Petri...........................................................................25
LISTA DE TABELAS
Página
CAPÍTULO 1
Tabela 1 - Avaliação das médias do peso dos ovos e o percentual de eclosão dos ovos em função
do extrato aquoso de Anadenanthera macrocarpa sobre a atividade reprodutiva “in
vitro” em teleóginas de R. (B.) microplus, Teresina – PI, 2007. ...................................26
x
Tabela 2 - Atividade do extrato aquoso de Anadenanthera macrocarpa, em função do tempo,
sobre o peso dos ovos e o percentual de eclosão dos ovos de R. (B.) microplus,
Teresina - PI, 2007.......................................................................................................27
Tabela 3 - Avaliação das médias do peso dos ovos e o percentual de eclosão dos ovos em função
do extrato etanólico de Anadenanthera macrocarpa sobre a atividade reprodutiva “in
vitro” em teleóginas de R. (B.) microplus, Teresina - PI, 2007.....................................27
Tabela 4 - Atividade do extrato etanólico de Anadenanthera macrocarpa em função do tempo
para o peso dos ovos e o percentual de eclosão dos ovos sobre a atividade reprodutiva
“in vitro” em teleóginas de R. (B.) microplus, Teresina - PI, 2007. ..........................28
CAPÍTULO 2
Tabela 1 – Ação larvicida da atividade média de extratos de A. macrocarpa sobre R. (B.)
microplus observadas durante 24h.(n=20) Teresina - PI, 2007.................................35
Tabela 2 –. Ação larvicida da atividade média de diferentes concentrações de A. macrocarpa
sobre R. (B.) microplus observadas durante 24h.(n=20) Teresina - PI, 2007...........36
xi
LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
MAPA – Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
UFPI – Universidade Federal do Piauí
SUDENE – Superintendência de Desenvolvimento do Nordeste
ONU – Organizações das Nações Unidas
A.C – Antes de Cristo
EA – Extrato Aquoso
EE – Extrato Etanólico
PA – Puro para Análise
m/v – Massa sobre volume
atm – atmosférico
SAS – Statistical Analysis System
UR- Umidade Relativa
WHO – World Health Organization
ER – Eficiência Reprodutiva
EfE – Eficiência do Extrato
xii
AVALIAÇÃO IN VITRO DA AÇÃO ANTIPARASITÁRIA DO EXTRATO AQUOSO E
ETANÓLICO DO ANGICO PRETO (Anadenanthera macrocarpa) (Benth.) BRENAN
SOBRE O CARRAPATO Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini, 1887)
RESUMO –
O presente trabalho teve o objetivo de determinar a ação de extratos de
Anadenanthera macrocarpa sobre as larvas e teleóginas de R. (B.) microplus. O extrato aquoso
(EA) foi preparado em água destilada a 10% e o extrato etanólico (EE) em Dimetilsulfóxido nas
concentrações de 12,5%. Utilizou-se teleóginas em grupos de dez, com três repetições que foram
imersas em 20ml das soluções de extratos, em diferentes tempos de exposição. Grupos de 20
larvas de 15 a 21 dias foram submetidos a concentrações de 8,26; 4,13; 2,06; 1,03; 0,51mg/ml
para EA e 12,5; 6,25; 3,13; 1,56 e 0,78mg/ml para o EE. Em todos os testes foram preparado
controle negativo (H
2
O destilada e Dimetilsulfóxido a 12,5%) e controle positivo (Amitraz na
concentração de 0,25mg/ml para grupos de R. (B.) microplus). Nos cálculos estatísticos
empregou-se análise de variância, seguida de teste de comparação das médias. Os resultados
revelaram que o EA da A. macrocarpa, na concentração de 8,26mg/ml, não apresentou
influência sobre teleóginas imersas por até 60 minutos. Já o EE de A. macrocarpa, na
concentração de 12,5mg/ml causou redução da ovipostura. Nos testes com larvas o EA provocou
mortalidade de 85% a 8,26mg/ml, na leitura de 12 horas. Já para o EE, registrou-se maior
mortalidade em torno de 85% nas concentrações 12,5; 6,25 e 1,56mg/ml. Observou-se ainda,
que os controles negativos não apresentaram mortalidade durante o experimento. Assim, tanto o
EA como o EE apresentaram efeito larvicida, embora o EE tenha sido mais eficiente e aparecem
como uma alternativa no controle desse ectoparasito.
PALAVRAS-CHAVE: Anadenanthera macrocarpa, Angico preto, Boophilus microplus,
carrapato, controle, fitoterapia.
xiii
EVALUATION OF ACTION IN VITRO ANTIPARASITARY OF AQUEOU EXTRACT
AND ETANOLIC OF THE ANGICO PRETO (Anadenanthera macrocarpa) (Benth)
BRENAN ABOUT TICK Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini, 1887)
ABSTRACT: The present study aims to determine the action of extracts of
Anadenanthera macrocarpa on the larvae and cattle tick’s female of R. (B.) microplus. The
aqueous extract (EA) was prepared in distilled water to 10% and the ethanol extract (EE) in
Dimethilsulfoxide at concentrations of 12.5%. There used cattle tick’s female in groups of ten,
with three repetitions that were immersed in 20 ml of the solutions of extracts, in different times
of exposure. Groups of 20 larvae in 15 to 21 days were subjected to concentrations of 8.26; 4.13;
2.06; 1.03; 0.51 mg / ml for EA and 12.5; 6,25; 3.13; 1.56 and 0.78 mg / ml for EE. In all tests
were prepared negative controls (distilled H
2
O and Dimetilsulfóxido to 12.5%) and positive
control (Amitraz in the 0,25mg/ml concentration for groups of R. (B.) microplus). In statistical
calculations employed is analysis of variance, followed by test for the comparison of averages.
The results revealed that the EA of A. macrocarpa, at the concentration of 8.26 mg / ml,
submitted no influence on cattle tick’s female submerged for up to 60 minutes. Already EE of
the A. macrocarpa, in the concentration of 12.5 mg / ml caused reduction of oviposity. In tests
with the larvae EA caused mortality of 85% to 8.26 mg / ml in the reading of 12 hours. For the
EE, recorded higher mortality is around 85% in the concentrations 12.5; 6.25 and 1.56 mg / ml.
There was also that the negative controls showed no mortality during the experiment. Thus, both
the EA and the EE had larvicide’s effect, but the EE has been more efficient and appear as an
alternative in control of ectoparasity.
KEY-WORD: Anadenanthera macrocarpa, Angico preto, R. (Boophilus) microplus, tick,
Control, Phytotherapy.
1. INTRODUÇÃO
Os ectoparasitos são considerados um grande entrave à atividade agropecuária em todo o
mundo, particularmente nas zonas neotropicais, devido às condições climáticas propícias ao
desenvolvimento e reprodução dos parasitos, com especial destaque para o carrapato dos
bovinos, Rhipicephalus (Boophilus) microplus.
O combate aos carrapatos tem colocado criadores e médicos veterinários frente a
dificuldades cada vez maiores, seja em relação ao desenvolvimento de resistência parasitária às
drogas comumente utilizadas, sejam pelos gastos com medicamentos e mão-de-obra, danos
ambientais e riscos à saúde do trabalhador envolvido, resultados do uso indiscriminado dos
carrapaticidas de síntese. O controle efetivo desses parasitos está na dependência de um conjunto
de fatores: do produto certo, na dosagem certa, no momento certo e da remoção de uma
proporção ideal da população parasita. Na falta de um destes componentes, todo o sistema de
controle será ameaçado e ocorrerá uma seleção para a resistência e conseqüentemente
inviabilização de programas sanitários quanto à relação custo-benefício (DOURADO, 2001).
Os produtos químicos convencionais usados no controle efetivo de parasitos se deparam
com dois grandes problemas: o desenvolvimento acelerado da resistência ao princípio ativo e os
resíduos nos produtos de origem animal que têm provocado preocupação na sociedade e órgãos
governamentais. Estes dois pontos têm determinado efetivamente o rumo atual das pesquisas
científicas na área da parasitologia. Para evitar a ação do produto químico, o parasita encontra
meios para sobreviver e se reproduzir. O uso inadequado e exagerado de vermífugos,
carrapaticidas e outros, faz com que o problema dos resíduos se acentue, alarmando a sociedade
consumidora. É desta forma que os produtos orgânicos, e com eles, a agricultura orgânica, vêm
conquistando espaço na agropecuária, indicando uma forma de uso, isolada ou associada, de
substâncias naturais, que geram produtos com menos resíduos e maior valor no mercado
(CHAGAS, 2004).
Os prejuízos em decorrência do parasitismo por R.(B.) microplus vêm com a perda de
peso, baixa conversão alimentar, perda da qualidade do couro, toxicoses, lesões de pele, as quais
favorecem a ocorrência de miíases, transmissão de agentes patógenos (Babesia sp, Anaplasma
marginale) entre outras, que provoca graves enfermidades que podem até levar à morte dos
animais. Afirma-se que mais de 75% da população bovina mundial é atingida pelo parasitismo
por carrapato, situação que o identifica como o “inimigo número um” da produção bovina, com
2
destacada importância nos países considerados do terceiro mundo, principalmente por encontrar-
se nas regiões tropicais e subtropicais (WHARTON, 1974), com clima favorável para o
desenvolvimento desta espécie, em condições endêmica. (CORDOVÉS, 1997).
Cerca de 80% da população mundial de gado bovino está exposta ao carrapato R.(B.)
microplus e às enfermidades por ele transmitidas. Estima-se que os custos com o seu combate e
as perdas de produtividade têm aumentado consideravelmente com o tempo. Só no Brasil, os
prejuízos na produtividade causados por esse parasita atingem a cifra de dois bilhões de dólares
anuais compreendendo danos diretos e indiretos, incluindo doenças transmitidas. (GRISI, et al
2002). Assim o que poderia ser denominado o complexo R.(B.) microplus/hematozoários daria
uma perda média anual de US$ 11,76 por bovino considerando-se a população brasileira de 170
milhões de bovinos. De muitas décadas atrás, até a atualidade, o controle do R.(B.) microplus
tem sido restrito principalmente ao uso de diferentes agentes químicos. Não obstante, o alto
custo da sua aplicação sistemática, a emergência de cepas resistentes aos fármacos e a presença
de resíduos de implicação ambiental, tem gerado um grande questionamento sobre o uso destes
nos animais domésticos (PATARROYO & LOMBANA, 2004).
A vulnerabilidade dos produtos químicos diante da capacidade de sobrevivência dos
parasitas faz com que eles tenham tempo de uso pré-determinado. No entanto, acredita-se que a
aplicação de extratos vegetais possa causar um desenvolvimento bem mais lento da resistência,
além de normalmente atingir somente espécies alvo, serem biodegradáveis, não causarem a
poluição ambiental e diminuírem drasticamente o problema dos resíduos. Muitas pesquisas têm
buscado desenvolver produtos baseados em substâncias naturais, que tenham a capacidade de
interferir nos processos biológicos dos parasitas, como reguladores de crescimento e também no
comportamento alimentar. Tudo isso demonstra uma conscientização, onde a ação imediata do
produto passa a não ser tão importante (CHAGAS, 2004).
Esta pesquisa teve por objetivo verificar se o extrato aquoso e etanólico de
Anadenanthera macrocarpa (Angico preto), na concentração de até 10%, influenciam a
reprodução de fêmeas e/ou são dotados de ação larvicida sobre R.(B.) microplus.
3
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Histórico
Rhipicephalus (Boophilus) microplus (CANESTRINI, 1887)
Os carrapatos aparecem como parasitos de répteis desde a Era Mesozóica. Sua presença
nas aves e mamíferos data de 70 milhões de anos e suas famílias vêm se adaptando a seus
hospedeiros criando perfeita associação entre estes e os agentes infecciosos. O Rhipicephalus
(Boophilus) microplus é o carrapato comum do gado bovino e que excepcionalmente parasitam
cavalos, ovelhas e veados e raramente o homem. (CARDOZO et al. 1980; FRANCHI, 1992).
Esse carrapato é originário da Ásia, notadamente da Índia e da Ilha de Java. Em função
das expedições exploradoras registradas na história, com a movimentação de animais e
mercadorias, ocorreu a sua expansão e introdução na maioria das regiões tropicais e subtropicais:
Austrália, México, América Central, América do Sul e África, tendo se estabelecido dentro dos
climas demarcados pelos paralelos 32° Norte e 32° Sul, com alguns focos no 35° Sul (NUÑES,
et al., 1982).
Esse parasito foi relatado pela primeira vez atacando bovinos em 1872, na Ilha de
Darwin, procedente da Indonésia e, a seguir, espalhou-se por toda a Queensland chegando a New
South Wales em 1906; a partir daí passa a ser considerado o mais sério ectoparasita para animais
em toda a Oceania, seja por causa das doenças que veicula, ou pelos danos econômicos causados
(AGRICULTURE HANDBOOK, 1976).
No Brasil, sua introdução parece ter-se dado pela vinda de animais comprados do Chile,
no início do século XVIII, via estado do Rio Grande do Sul, encontrando-se distribuído em todo
país, variando de intensidade de acordo com as condições climáticas e tipos raciais de bovinos
explorados (GONZALES, 1995).
2.2. Classificação
De acordo com FLECHTMANN (1990), o R.(B.) microplus possui a seguinte posição
sistemática:
Reino - Metazoa
Filo – Arthropoda, Von Siebold & Slannius, 1845;
Subfilo – Chelicerata, Heymons, 1901;
Classe – Arachnida, Lamarck, 1802;
Subclasse – Acari, Leach, 1817;
4
Ordem – Parasitiformes, Renter, 1909;
Subordem – Metastigmata, Canestrini, 1891;
Ixodides – Leach, 1815;
Superfamília – Ixodoidea, Murray, 1887;
Família – Ixodidae, Murray, 1887;
Gênero – Boophilus, Canestrini, 1887;
Espécie – Rhipicephalus (Boophilus) microplus, Canestrini, 1887.
2.3. Biologia do Rhipicephalus (Boophilus) microplus
2.3.1. Morfologia
Segundo CANESTRINI (apud GUIMARÃES et al, 2001), Rhipicephalus (Boophilus)
microplus é descrito da seguinte maneira: corpo relativamente pequeno, indivíduos adultos, não
ingurgitados alcançam freqüentemente 2 a 3 mm de comprimento, sem ornamentações. Capítulo
(ou gnatossoma, ou cabeça falsa, situado antero-dorsalmente) hexagonal dividido em base do
capítulo, hipostômio (prolongamento da parede ventral do capítulo que contém os dentes
curvos), quelíceras (dilaceração dos tecidos e fixação ao hospedeiro) e palpos (apêndices pares,
situados lateralmente ao hipostômio). Aparelho bucal curto, hipostômio mais longo que os
palpos. Placas espiraculares circulares. Sulco anal e festões ausentes. Machos com duas placas
adanais longas e distintas, com corpo terminando em prolongamento caudal. Nas fêmeas o corpo
termina normalmente arredondado.
A distinção dos sexos é feita pelo escudo dorsal, que no macho recobre todo o dorso e na
fêmea não, originando a diferença de tamanho após a hematofagia (URQUHART et al. 1990).
(Figura 1).
Figura 1: Vista dorsal da morfologia do Boophilus microplus
Fonte: www.ento.csiro.au/aicn/images/cain391.jpg
5
2.3.2. Ciclo Evolutivo
A teleógina inicia a postura três dias após sua queda ao solo, com período de postura em
torno de 15 dias. O peso total dos ovos, após o término da postura, equivale a 52% do peso vivo
da teleógina. R.(B.) microplus é um parasita monoxeno, isto é, depende de apenas um
hospedeiro em seu ciclo de vida, preferencialmente os bovinos. Outras espécies podem
comportar-se como hospedeiros, entre os quais búfalos, jumentos, ovinos, caprinos, cães, gatos,
porcos, veados, onças, preguiças, cangurus e coelhos (ARTHUR, 1960). Seu ciclo de vida
apresenta duas fases complementares: a de vida livre ou não parasitária, que se inicia com o
desprendimento da teleógina do hospedeiro e a sua queda ao solo; e a de vida parasitária, que se
inicia quando a larva se fixa no hospedeiro.
2.3.2.1. Fase de Vida Livre
Após a eclosão e passados alguns dias, a larva está pronta para subir nas pastagens por
geotropismo negativo, localizando o hospedeiro pelo odor, pelas vibrações, sombreamento, pelo
estímulo visual e pelo gradiente de concentração de CO
2
(SONENSHINE, 1993) e alcança o
hospedeiro.
A larva infectante, ao entrar em contato com o bovino, fixa-se em regiões do corpo do
hospedeiro que favorecem seu desenvolvimento, tais como: úbere, mamas, regiões perineal,
perianal, vulvar e entre pernas. Essas regiões preferenciais de fixação são determinadas em
função da espessura, vascularização e temperatura da pele, bem como pela dificuldade de acesso
às lambidas do hospedeiro (WAGLAND, 1978).
O período de larva é o mais vulnerável em baixas temperaturas. No entanto, em presença
de alta umidade relativa as larvas podem sobreviver até 8 meses (HITCHCOCK, 1955). Em
condições favoráveis, a fase de vida livre dura em torno de 32 dias (GONZALES, 1995), durante
os quais o carrapato não se alimenta e sobrevive exclusivamente das suas reservas (FARIAS,
1995).
2.3.2.2. Fase de Vida Parasitária
A fase parasitária se inicia com a fixação das larvas no hospedeiro desenvolvendo-se até
a fecundação e ingurgitamento total das teleóginas. Nesta fase, o carrapato é pouco afetado pelas
condições climáticas ambientais (RIEK, 1965), mas, mesmo assim, ele procura regiões da pele
onde a temperatura varie de 31º a 38° C (DOUBLE e KEMP, 1979). As larvas de R.(B.)
microplus alimentam-se preferencialmente de plasma. Apenas nos momentos que precedem o
6
rápido ingurgitamento das ninfas e das fêmeas, é que o sangue torna-se o principal constituinte
alimentar ( BENNETT, 1974). O acasalamento acontece a partir do 17° dia que se segue à
infestação (LONDT e ARTHUR, 1975) com rápido ingurgitamento após a cópula, nas horas que
antecedem a queda do hospedeiro.
A fêmea do R.(B.) microplus, durante os seis primeiros dias de fixação, ingere apenas 3,8
ml de sangue, porém, nos momentos que precedem a sua queda (12 a 24 horas), esta ingestão
atinge valores em torno de 300 – 500 ml (TATCHELL et al., 1972) podendo aumentar o seu
peso em até 200 vezes (KEMP et al., 1982). A fêmea do carrapato se fixa de uma forma lenta e
se alimenta por 7 a 14 dias antes de um período de alimentação rápida de 24 a 48 horas quando a
teleógina, totalmente ingurgitada, se desprende do hospedeiro. Seu tamanho aumenta de 4 mg a
até 600 mg no final do período parasitário (SAUER et al., 2000).
Uma fêmea consome entre 1 a 3 ml de sangue ao longo do seu ciclo de vida parasitário
(ERVIN et al., 1987). As condições ambientais e o grau de resistência do hospedeiro
influenciam no tempo de duração do ciclo de vida do carrapato (ROBERTS, 1968) e no peso das
teleóginas (HEWETSON, 1972).
Figura 2: Ciclo evolutivo do B. microplus
2.3.3. Fisiologia do carrapato
As larvas podem fixar-se sucessivamente em até cinco locais diferentes, permanecendo
metade do seu tempo fixada no hospedeiro durante as primeiras 24 horas da fase parasitária
(KEMP et al., 1971). Larvas que não se alimentam e se situam próximo à pele do bovino morrem
rapidamente por perderem em média 6 mg de peso vivo em 12 horas, pois esse ambiente induz à
dessecação da larva.
7
Após a penetração do aparelho bucal do carrapato na pele do hospedeiro, uma inflamação
local se desenvolve com a participação dos neutrófilos do hospedeiro e o alimento é formado
pela destruição dos tecidos e vasos sangüíneos em volta do aparelho bucal (BROSSARD &
FIVAZ, 1982). No local da picada, o carrapato aplica o rostro contra a epiderme entrando em
contato com a camada de Malpighi, penetrando-a mecanicamente até atingir a camada granulosa.
Um exsudato se coagula, denominado de cemento, em volta das peças bucais do carrapato. Este
coágulo acelular constitui o mecanismo fundamental de fixação do parasito à pele do hospedeiro.
Um processo de desorganização da derme se inicia por meio de um edema, infiltração celular e
difusão de um ponto de necrose (PEREIRA, 1982).
A glândula salivar é vital para o sucesso biológico dos carrapatos ixodídeos sendo a
maior rota de transmissão de patógenos. Suas principais funções incluem a absorção de vapor de
água proveniente de ar insaturado por carrapatos em vida livre, excreção do excesso de fluído,
concentrando o sangue ingerido, e a secreção de proteínas bioativas e componentes lipídicos
durante a sua alimentação (SAUER et al., 2000). Anatomicamente, a glândula salivar dos
carrapatos ixodídeos consiste de três tipos de ácinos (I, II e III) e um quarto nos machos (I, II, III
e IV) (COONS e ALBERTI, 1999). Os ácinos tipo II e III são granulares e crescem
marcadamente em tamanho (massa e conteúdo de proteína aumentam 25 vezes) durante a fixação
e período de alimentação do carrapato no hospedeiro sem alterar o número de células. Acredita-
se que o fluído excretado pelo carrapato é transportado, na sua maior parte, pelo ácino tipo III
durante o processo de alimentação (COONS e LAMOREAUX, 1986). O material granular
ligado à membrana, observado nos ácinos tipo II e III, é componente de proteínas bioativas. Os
ácinos tipo IV, restritos aos machos, parecem estar relacionados com um papel reprodutivo
(SAUER et al., 1995).
Ao se alimentar, o carrapato ativa novos genes (OAKS et al., 1991) e há evidências de
que o crescimento e desenvolvimento das glândulas salivares podem ser controlados por fatores
liberados dentro da hemolinfa durante a alimentação do carrapato (COONS e KAUFMAN,
1988). As glândulas salivares são controladas por nervos, o que se justifica pela habilidade da
dopamina, um neurotransmissor, de estimular secreções fluídas em glândulas salivares isoladas
(KAUFMAN, 1989). Em R.(B.) microplus foi identificada a presença de catecolamina na
glândula e nervos salivares (BINNINGTON e STONE, 1977).
A habilidade de o carrapato sobreviver a longos períodos sem se alimentar está
relacionada à preservação do balanço hídrico por meio da sua capacidade de absorver água
proveniente de ar insaturado (SIGAL et al., 1999). Sugere-se que o carrapato, por meio do ácino
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tipo I da glândula salivar, secrete sal proveniente da hemolinfa concentrada na região oral até a
re-hidratação e posterior re-ingestão (NEEDHAM e TEEL, 1986).
A saliva dos carrapatos ixodídeos possui atividade anticoagulante (LIMO et al., 1991,
RIBEIRO et al., 1985a), antiinflamatória, imunossupressora, anti-agregação plaquetária,
ativadora de células T, inibidora do sistema complemento (RIBEIRO, 1989) e prostaglandinas
(QIAN et al., 1998). Ribeiro (1995) apresenta resumidamente as ações de moléculas presentes
em carrapatos para interferir na hemostasia e inflamação do hospedeiro. Cerca de 0,4 ml de
excesso de fluído é excretado de volta ao hospedeiro via glândula salivar (SAUER et al., 2000),
concentrando o alimento ingerido. Kaufman e Phillips (1973) estimaram que, durante o ciclo
alimentar de Dermacentor andersoni, 80% do alimento total foi excretado, e desses, em torno de
75% ocorreu via salivação. Em R.(B.) microplus também foi demonstrada excreção de água via
salivação (TATCHELL, 1967).
Os carrapatos possuem uma substância hemolítica no tubo digestivo que facilita a
digestão sangüínea, confirmada pela presença de hemolisina (RIBEIRO, 1988). O carrapato não
possui a capacidade de sintetizar heme. Recentemente, foi mostrado que o R.(B.) microplus capta
o heme pela degradação da hemoglobina, proveniente de sangue ingerido, bem como
lipoproteínas da hemolinfa que se ligam e transportam a heme do tubo digestivo para os tecidos
do carrapato (MAYA-MONTEIRO et al., 2000). Também foram descritas outras proteínas
envolvidas na embriogênese do vitelo, como aspartil proteinase ligado ao heme (SORGINE et
al., 2000) e catepsina L proteinase (GRENAND et al., 1987).
2.4. Imunidade do Hospedeiro
Alguns animais se infestam mais rapidamente do que outros e geralmente animais do
sangue zebu são menos sensíveis aos carrapatos do que os animais com sangue europeu. Tal fato
pode ser explicado pela distribuição geográfica que esses ectoparasitas possuem, pois eles só
estão presentes na zona intertropical, portanto o gado com sangue europeu não desenvolveu
resistência a esses parasitas por não ter tido contato com os mesmos em seu ambiente de origem.
Mas, quando trazido para o Brasil passou a ter esse contato, sendo então mais sensível às
infestações. Sabe-se que alguns animais, independentemente das raças, podem ser resistentes aos
carrapatos (THIESEN, 1973).
As respostas imunes contra os artrópodes, em geral, são desenvolvidas contra antígenos
presentes na saliva, os quais são inoculados no hospedeiro durante a alimentação. Estas respostas
podem ser de três tipos: a) Alguns antígenos salivares se associam às proteínas da pele do
9
hospedeiro para estimular uma resposta imune, de base celular. Numa exposição subseqüente,
esses antígenos estimulam a reação de hipersensibilidade tardia; b) Podem se ligar às células de
Langerhans presentes na epiderme e induzirem uma hipersensibilidade cutânea do tipo
basofílica, associada à produção imunoglobulina G (IgG) e, com infiltração basofílica; c) Os
antígenos salivares estimulam ainda, a produção de imunoglobulina E (IgE), desencadeando uma
reação de hipersensibilidade do tipo I. Esta resposta induz a severa inflamação na pele ocorrendo
prurido e odor (FONSECA, 2000).
Pode ocorrer uma modificação na pele do hospedeiro através dos mecanismos
imunológicos, de maneira que o repasto do artrópode seja prejudicado. Entretanto, os artrópodes
são hábeis em evadir o sistema imune dos hospedeiros. As respostas imunes contra antígenos
salivares são pouco eficientes, pois não determinam danos considerados no artrópode e, são de
curta duração (ANDREOTTI, 2002).
Os carrapatos possuem na saliva, substâncias farmacologicamente ativas com
propriedades antiinflamatórias, anticoagulante e imunosupressiva, o que reduz a defesa do
hospedeiro (RIBEIRO, et al., 1985b). A intensidade de fixação das larvas de R.(B.) microplus
sobre animais resistentes está relacionada à hipersensibilidade e a prolongada irritação; além da
resistência da imunidade humoral, o que foi comprovado pela transfusão sérica de animais
resistentes a animais susceptíveis. Entretanto, os melhores resultados na imunização contra
ixodídeos têm sido obtidos ao inocular nos animais antígenos derivados de porções dos
carrapatos que não estão diretamente expostas no momento de repasse sanguíneo. Para estes
antígenos foi proposta a denominação de “antígenos ocultos” ou “antígenos escondidos”
(ANDREOTTI, 2002).
Diferente da imunidade adquirida a carrapato, a imunidade induzida por antígenos
particulares, principalmente os ocultos, não apresentam reações de hipersensibilidade, atuando
principalmente sobre o estágio adulto do carrapato (AGBEDE & KEMP, 1986) e reduzindo o
peso e postura das fêmeas que ingurgitam (KEMP et al.,1986; MASSARD et al., 1995). Assim,
esta imunidade expressa seus efeitos principalmente nos aspectos digestivos e reprodutivos do
carrapato.
2.5. Controle do carrapato
O controle do R.(B.) microplus nos últimos anos tem tido um grande avanço, pelo
estabelecimento de conhecimentos da biologia e dos modelos epidemiológicos deste carrapato,
do manejo dos rebanhos e das pastagens, da resistência racial e do desenvolvimento de
10
carrapaticidas. Um controle eficiente do carrapato em uma propriedade depende de vários fatores
relacionados com o rebanho (tamanho, raça, cruzamentos), pastagem (variedades e lotação),
parasito (número de gerações, eficácia dos medicamentos), sistema de produção, clima, época do
ano, etc. O controle desse artrópode se processa quase que exclusivamente pela utilização de
produtos químicos durante a sua fase parasitária, o que corresponde apenas a 5% do total da
população de carrapatos numa propriedade. (GONZÁLES, 1995).
A tentativa de controle nesta fase foi iniciada no século passado, com a aplicação de
substâncias como azeite, parafina, petróleo, cal e tabaco, de forma absolutamente empírica, e a
partir de 1895, na Austrália, foram utilizados compostos arsenicais, que passaram a ser
empregados no Brasil na primeira década de 1900. O desenvolvimento industrial propiciou a
descoberta de novos grupos químicos e, atualmente no mercado, encontram-se os carrapaticidas
que atuam por contato como os fosforados (trichlorfon, chlorphenvinphos, coumaphos,
dichlorvos, DDVP), formamidinas (amitraz), piretróides (cipermetrina, alfametrina, deltametrina,
flumetrina), fenilpirazole (fipronil) e thiazolina, e os carrapaticidas sistêmicos, como as
avermectinas (ivermectina, doramectina e abamectina), milbemicina (moxidectina) e fluazuron,
um inibidor do crescimento. A aplicação desses produtos é feita por meio de aspersão, imersão,
dorsal (pour-on) ou injetável (avermectinas e milbemicina). Cada método apresenta suas
vantagens e desvantagens e a escolha depende, entre outros fatores, da região geográfica, tipo de
criação, manejo e número de animais. (GOMES, 1998; THIESEN, 1973).
Na maioria das propriedades o carrapaticida é aplicado mediante uma avaliação pessoal e
empírica do produtor e variam de seis a 24 tratamentos por ano (controle tradicional). Porém, em
algumas regiões, baseado em um trabalho especializado sobre o conhecimento da ecologia e
epidemiologia do carrapato, os períodos de tratamentos são pré-definidos (controle estratégico),
como nas regiões Sul, Sudeste e Centro-oeste. Para cada produto, devem-se respeitar as
recomendações do fabricante, como a concentração, a dose por animal, a carência para o abate e
ordenha. Este método de controle químico do carrapato, a rigor, busca a eliminação da
infestação, diminuindo o contato entre o parasito e o animal, e assim, os prejuízos, quer sejam
diretos ou indiretos, porém com as desvantagens de contaminar o ambiente e produtos de origem
animal e criar populações de carrapatos resistentes (GOMES, 1998)
2.6. Carrapaticidas
11
Desde o início do século, quando os carrapatos tornaram-se um problema econômico para
a bovinocultura. Os carrapaticidas químicos têm sido os principais instrumentos efetivo de
controle (GOMES, 1998)
Todavia, os carrapaticidas também podem ser chamados de ixodicidas, pois os carrapatos
pertencem à família ixodidae. Em termos de princípio ativo, são os mesmos inseticidas de uso
geral, diferindo apenas na apresentação, que possibilita o seu uso em banheiros de imersão ou
aspersão. Os carrapaticidas são compostos fundamentalmente de arsenicais clorados, fosforados,
dormamidinas, dissolventes e emulsificantes. Todos os carrapaticidas, de uma forma geral,
permitem a sobrevivência de alguns carrapatos após o banho. Os carrapaticidas podem ser
aplicados de diversas maneiras, considerando suas vantagens e desvantagens. Dependem, porém,
do tipo de criação e região. Por outro lado, os intervalos de banhos usados tradicionalmente são
muito longos, permitindo que tais parasitos evoluam em seus estágios (THIENSEN, 1973).
2.7. Vacina
A partir da necessidade de novos métodos de controle de R.(B.) microplus o
desenvolvimento de vacinas economicamente viáveis para o combate do carrapato torna-se um
desafio um tanto quanto promissor. As vacinas são sem sombra de dúvida o método mais
eficiente de profilaxia para as mais diversas epidemias, sejam de doenças causadas por
microorganismos ou de parasitos. Além de ser um método relativamente barato de controle, a
vacinação carrega consigo a vantagem de não deixar nenhum tipo de resíduo nos alimentos de
origem animal. Porém, antes de tudo, é necessário que se caracterizem antígenos vacinais. Para
isto torna-se fundamental um profundo estudo acerca da fisiologia do parasito, bem como das
respostas que o hospedeiro desencadeia no sentido de proteger-se do parasitismo. A escolha
desses antígenos para o combate de parasitos - que são organismos muito mais complexos que
bactérias, por exemplo - não é aleatória; as moléculas escolhidas para este fim devem
desempenhar algum papel relevante no parasitismo ou mesmo terem importância fundamental na
manutenção da vida do parasito. Exemplos de possíveis alvos que sejam responsáveis por
funções chave no parasitismo são: anticoagulantes, antiinflamatórios e outras moléculas que
modulem a resposta imune do hospedeiro, enzimas digestivas ou responsáveis pela
embriogênese. Por outro lado existe ainda a possibilidade de usarem-se moléculas consideradas
antígenos ocultos, ou seja, moléculas que não entram em contato com o sistema imune do
hospedeiro, pois estas seriam capazes de desencadear uma maior resposta imune por não terem
sofrido as chamadas evoluções adaptativas do parasitismo (GUIMARÃES et al., 2001).
12
2.8. Resistência
A escolha e o uso correto, assim como a mudança de produto quando necessário, são
fatores preponderantes para a obtenção dos resultados esperados, pois o desenvolvimento de
populações de carrapatos resistentes tem ocorrido, historicamente, após algum tempo de uso da
maioria dos carrapaticidas lançados no mercado (GOMES, 1998).
O aparecimento de carrapatos com habilidade de tolerar doses tóxicas que provaram
serem letais para a maioria dos indivíduos em uma população normal da espécie é o que
chamamos de resistência aos carrapaticidas. O desenvolvimento da resistência se faz pela seleção
de indivíduos de uma espécie. Tais carrapaticidas não produzem a mudança genética, mas os
fatores genéticos para a resistência estão presentes, em baixa freqüência, antes dos carrapaticidas
serem aplicados, e por seleção, a freqüência do gene à resistência na população é aumentada. A
história e a distribuição da resistência de R.(B.) microplus são similares em várias partes do
mundo. O arsênico foi o carrapaticida original e ofereceu excelente controle, por 20 ou 30 anos.
Os primeiros casos de resistência foram registrados na África do Sul em 1937. Mais ou menos ao
mesmo tempo surgiram notícias de resistências na Austrália e América do Sul (THIESEN,
1973).
Em 1946 surgiram os carrapaticidas clorados e já no fim dessa mesma década,
registraram-se os primeiros casos de resistência a este produto. A resistência a clorados, no
Brasil, aconteceu no início da década de 50. Uma vez manifestada à resistência, a extensão de
sua distribuição tende a crescer, quer pela disseminação das estirpes originais existentes, quer
pela continua pressão química que criou as primeiras (THIESEN, 1973; ANDREOTTI, 2002).
No entanto, a resistência aos produtos organofosforados surgiram 4 a 5 anos depois do
lançamento desses produtos no mercado (EVANS, 1992; JONSSON, 1997; SIGNORINE, 1991;
NARI & SOLARI, 1991).
Nolan et al. (1989), propuseram o uso de piretróides sintéticos para o controle de
carrapatos resistentes aos organofosforados. Porém, na década de 80, a resistência a esses
componentes podia ser observada.
2.9. Plantas Medicinais
2.9.1. Histórico
O uso das plantas no tratamento de diversas enfermidades é conhecido desde a mais
remota antigüidade, mesmo antes de se conhecerem suas causas. Investigações científicas
13
demonstram que, entre os anos de 5.000 e 2.800 a.C., o homem, descobrindo signos capazes de
perpetuar seus pensamentos e conhecimentos, já amansava e domesticava animais, cultivava
cereais e utilizava algumas plantas medicinais. Por instinto, observando pássaros e outros
animais (também instintivamente, o animal irracional toma precaução contra a doença e, quando
doente, recorre às plantas curativas), selecionou e usou nele mesmo, vegetal com finalidade
terapêutica. O homem orientado por observações próprias do comportamento animal verificou
que nas ervas há poder curativo (CARVALHO et al.,1996).
Estudos arqueológicos têm mostrado através da análise de polens e outros materiais, que
os homens, na antiguidade, já usavam plantas medicinais. A escrita cuneiforme da Babilônia
informava o uso de inúmeras plantas. Mas os primeiros registros do uso de plantas na medicina
foram os papiros egípcios, os escritos chineses nas folhas de bambu e as taboas de argila dos
Sumérios. No ano 3000 a.C., no Egito antigo, os papiros registraram o uso de quinhentas plantas
medicinais, dentre as quais figuraram: Menta, Alecrim, Camomila, Absinto, Babosa,
Terebentina, Tomilho e plantas da família Solanecea usadas até hoje (BARATA, 2004).
Os primeiros europeus que chegaram ao Brasil depararam-se, com uma grande
quantidade de plantas medicinais em uso pelas tribos que aqui viviam. Por intermédio dos pajés,
o conhecimento das ervas locais e seus usos eram transmitidos e aprimorados de geração em
geração. Tais conhecimentos foram prontamente absorvidos pelos europeus que viviam no país,
principalmente aqueles a fazer incursões mais prolongadas no interior, geralmente no intuito de
capturar índios ou buscar pedras e metais preciosos. A necessidade de viver do que a natureza
oferecia localmente, assim como o contato com os índios usados como “guias”, terminou por
ampliar esse contato com a flora medicinal brasileira (LORENZI-MATOS, 2002).
Os novos conhecimentos sobre a flora local acabaram-se fundidos àqueles trazidos da
Europa, muitas vezes de uso popular bastante difundido. Além disso, muitas plantas conhecidas
no velho mundo por suas propriedades medicinais induziram os europeus a testarem usos
similares para as espécies nativas proximamente relacionadas. Muitas vezes, o mesmo princípio
podia ser encontrado nas espécies nativas, ocasionalmente em maior quantidade ou qualidade
(LORENZI-MATOS, 2002).
Os escravos africanos deram sua contribuição com o uso de plantas trazidas da África,
muitas delas originalmente usadas em rituais religiosos, mas também utilizadas por suas
propriedades farmacológicas empiricamente descobertas. Com essa contribuição, africana os
principais alicerces de toda a tradição no uso das plantas medicinais no Brasil foram fundados
(LORENZI-MATOS, 2002).
14
Assim, utilização de plantas medicinais é uma prática generalizada na medicina popular
e, no Brasil, as contribuições dos índios, escravos e imigrantes, representaram papel importante
para o surgimento de uma medicina popular rica e original, na qual a utilização de plantas ocupa
lugar de destaque. Hoje, o uso não se restringe apenas às zonas rurais ou a regiões desprovidas
de assistência médica e farmacêutica, sendo estas utilizadas intensamente no meio urbano como
forma alternativa ou complementar em relação aos medicamentos da medicina oficial (SIMÕES
et al., 1986).
O uso popular, e mesmo o tradicional, não são suficientes para validar eticamente as
plantas medicinais como medicamentos eficazes e seguros. Nesse sentido, as plantas medicinais
não se diferenciam de qualquer outro xenobiótico sintético. A autorização oficial do seu uso
medicamentoso deve ser fundamentada em evidências experimentais comprobatórias de que, o
risco a que expõem aqueles que a utilizam é suplantado pelos benefícios que possam advir
(BRASIL, 1995).
A fitoterapia manteve seu domínio até os anos quarenta do século passado quando os
constituintes ativos dos medicamentos eram fitoterápicos extraídos de plantas, pois não haviam
vacinas nem os medicamentos sintéticos (BARATA, 2004).
Os produtos naturais vegetais pertencem a cinco grandes classes químicas: os
carboidratos, os lipídios, os compostos nitrogenados (aminoácidos, peptídios, proteínas,
glicosídios cianogênicos e alcalóides), os terpenóides e os fenilpropanóides. Entre estes
incontáveis produtos, destacam-se centenas de princípios ativos. O número de compostos com
atividade biológica bem caracterizada totaliza 2.793. Um composto é biologicamente ativo
quando exerce uma ação específica sobre um determinado ser vivo, seja ele animal, vegetal ou
microrganismo. Uma vasta gama de compostos orgânicos naturais de origem vegetal, produtos
do metabolismo primário e secundário, é biologicamente ativa, isto é, tem ações tranqüilizantes,
analgésicas, antiinflamatórias, citotóxicas, anticoncepcionais, antimicrobianas, antivirais,
fungicidas, inseticidas etc. Estes compostos são usados para as mais diversas finalidades, tanto
na terapêutica clínica, para prevenir ou curar doenças, como na indústria de cosméticos e de
alimentos, servindo como aromatizantes flavorizantes ou antioxidantes (CARVALHO et al.,
2006).
O Brasil é considerado um dos países com maior diversidade vegetal, abrigando 55 mil
espécies catalogadas. País igualmente rico em diversidade cultural estima-se que 4.000 espécies
vegetais sejam usadas com fins medicinais, resultado da observação e manejo da flora por povos
tradicionais. Pesquisas nas universidades e institutos de pesquisas revelam substâncias com
15
atividade antineoplásicas, analgégicas, antibióticas e com uma infinidade de outras utilidades, até
na indústria de cosméticos. Mas, apenas 1% dessas plantas foi estudada química e/ou
farmacologicamente (BARATA, 2004).
Sabe-se que a produção de metabólitos secundários é conseqüência de processos
bioquímicos altamente regulados e inter-relacionados, ou seja, é resultado da integração dos
processos de biossíntese, degradação, transporte e acumulação do produto, que, por sua vez,
depende da ecologia do lugar, do regime das chuvas, da insolação, do solo, etc. Para que um
determinado composto seja acumulado é preciso que os tecidos que o produzem, contenham os
precursores metabólicos deste composto, as enzimas adequadas para a conversão e as estruturas
onde o mesmo ficará armazenado e, quando este último requisito não for atendido, o composto
em questão deve ser transportado a órgãos específicos (CARVALHO et al., 2006).
No Brasil, pelo menos trezentas plantas medicinais fazem parte do arsenal terapêutico
popular. Desconhecidas, desdenhadas ou até abominadas por médicos, plantas medicinais são
consumidas por todas as classes sociais, constituindo um mercado nacional da ordem de US$
400 milhões. E ainda, são recomendadas pela Organização das Nações Unidas – ONU, a qual
reconheceu que 2/3 da população da Terra utiliza plantas medicinais (BARATA, 2004).
2.9.2. Anadenanthera macrocarpa (Benth.) Brenan
Espécie de angico com maior abrangência geográfica, ocorrendo desde o sul da Bolívia
até o norte da Argentina; no Brasil, só não aparece nos estados da Região Sul, sendo uma espécie
comprovadamente calcícola, de crescimento rápido e tolerante a solos arenosos e rasos, muito
usada para recomposição de matas ciliares (CARVALHO, 1994).
A. macrocarpa, pertence às Mimosoideae, que se constituem na menor subfamília das
Leguminosae, com cerca de 50 a 60 gêneros e mais de 2.000 espécies distribuídas nos trópicos,
subtrópicos e regiões de clima temperado, sendo a América Tropical, África e Ásia-Austrália
centros de grande diversidade do grupo (ELIAS, 1981), com gêneros e espécies representativas
no ecossistema caatinga, no nordeste brasileiro.
É uma espécie arbórea com até 20m altura, bastante representativa nas caatingas, com
utilização muito diversificada: extração de tanino, uso na medicina popular, fabricação de
móveis, forragens das folhas fenadas, ornamentação e carvão, entre outras (TAVARES, 1964;
MORS & RIZZINI, 1995; ANDRADE-LIMA, 1970; RIZZINI, 1971; PIO CORREIA, 1975;
ALMEIDA, 1993; CÂNDIDO & GOMES, 1996).
16
De acordo com Catharino, (1997) A. macrocarpa é muito comum na região nordeste,
brotando com as primeiras chuvas de setembro, em seguida sendo cobertos por numerosas
inflorescências creme globosas; sua casca, bastante sulcada, é rica em taninos (15 a 20%) sendo
já amplamente utilizada em curtumes, sua resina (goma) possui aplicações medicinais e
industriais. A casca amarga pode ser antidesintérica e útil na cura de úlceras. É expectorante
energético e com várias aplicações medicinais. A tintura obtida de suas folhas é eficaz em
golpes e comoções cerebrais.
Descrita como uma árvore oportunista, popularmente conhecida como angico preto,
vermelho, amarelo, branco, bravo, do campo, rajado, fava, jacaré, rosa, do mato, arapiraca,
brincos de sagüi, cambuí ferro, curupaí, guarapiraca, angico de casca, paricá, cebil e angico de
curtume. Ocorrendo geralmente na floresta estacional semidecidual, floresta ombrófila densa,
cerrado e caatinga. Têm dispersão autocoria e polinização melitofilia, florando nos meses de
setembro a dezembro e frutificando nos meses de junho a setembro. Apresenta copa globosa,
flor em forma de campânula de cor branca, pétalas em número de cinco, estrutura em forma de
capítulo, tipo inflorescência. A folha tem estrutura paripinada, tipo composta, com forma
lanceolada, medindo 8x15cm, apresentando inserção alterna e consistência foliácea contendo
glândulas e pilosidades, possui ainda cerca de 25 pares de folíolos medindo 4 a 8cm de
comprimento, cada folha formada por cerca de 60 pares de folíolos secundários medindo 0,1 a
0,2cm de comprimento. O fruto é uma vagem achatada e corácea, seco de coloração marrom
medindo 20cm, apresentando superfície rugosa e dotada de pequenas excrescências. A semente
apresenta coloração marrom, lisa, oval e achatada com pequena reentrância hilar, medindo
aproximadamente 2cm (IPEF-LCF/ESALQ/USP, 2005).
Figura 3. Vista geral A. macrocarpa
Figura 4. Vista do Tronco e da Madeira
Fonte: IPEF-LCF/ESALQ/USP Fonte: IPEF-LCF/ESALQ/USP
17
Figura 5. Vista das folhas e flores da árvore Figura 6. Vista dos frutos e sementes
Fonte: IPEF-LCF/ESALQ/USP Fonte: IPEF-LCF/ESALQ/USP
Segundo Maike (2005) as folhas murchas do angico são popularmente tóxicas para o
gado e, inclusive, são utilizadas como defensivo natural, mas desconhece-se o princípio ativo
que provoca a intoxicação.
A espécie A. peregrina, comum na Amazônia, conhecida vulgarmente como paricá e
semelhante à A. macrocarpa, é usada pelos índios na forma de sementes torradas reduzida a pó,
como rapé estupefaciente. Esta planta possui em suas sementes o alcalóide bufotenina,
semelhante à psilocibina de Psilocibes mexicana, cogumelo alucinógeno. A espécie A.
colubrina era usada da mesma forma pelos índios da Argentina e do Peru nos tempos pré-
coloniais. Em 1955, Evarts e seus colaboradores assim descreveram os efeitos da Bufotenina
(Dimetil-amino-5-hidroxitriptamina ou DMT): produz efeitos policrômicos, alucinógenos
(cores muito brilhantes), semelhantes aos que produzem com o LOSD-25, talvez com maior
duração, causam alterações muito marcadas de lapso de tempo, percepção com tendência ao
automatismo muito maior que a provocada pela mescalina. Além de alucinações, o alcalóide
produz psicose, cianoses, respiração ansiosa, parestesia, midríase e nistagno (MAIKE, 2005).
18
3. CAPÍTULO 1
EFEITO DO EXTRATO AQUOSO E ETANÓLICO DO ANGICO PRETO
(Anadenanthera macrocarpa) (Benth.) Brenan SOBRE TELEÓGINAS DE Rhipicephalus
(Boophilus) microplus (Canestrini, 1887)
EFFECT OF THE AQUEOU EXTRACT AND ETHANOLIC OF THE ANGICO PRETO
(Anadenanthera macrocarpa) (Benth.) Brenan ON CATTLE TICK’S FEMALE
ENGORGE OF Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Canestrini, 1887)
Manoel Lopes da Silva Filho
1
; Rozeverter Moreno Fernandes
2
; Maria do Carmo de Sousa
Batista
2
; José Algaci Lopes da Silva
2
; Maria Zenaide Lima das Chagas Moreno Fernandes
3
;
Bruno Leandro Maranhão Diniz
4
;
Danilo Rodrigues Barros Brito
4
; Glauciany Soares Lopes
5
RESUMO – Rhipicephalus (Boophilus) microplus é a espécie de carrapato de maior distribuição
e importância econômica, inclusive no Brasil, onde todo o território é potencialmente favorável à
sua sobrevivência. Outro fator que tem levado ao aumento da infestação de animais no país
deve-se ao uso indiscriminado de carrapaticidas, gerando uma grande pressão de seleção, que
tem levado ao surgimento de cepas resistentes. Assim sendo, as plantas aparecem como uma
alternativa para o controle deste ectoparasita. Dentre as plantas usadas com esta finalidade está
Anadenanthera macrocarpa conhecida popularmente como angico preto. Desta forma, o
presente estudo buscou verificar o efeito desta planta sobre teleóginas de R.(B.) microplus. O
Extrato Aquoso (EA) da casca foi obtido através de decocção em água destilada na concentração
de 10% (m/v). O Extrato Etanólico (EE) foi preparado através de maceração em etanol puro para
análise (PA) e em seguida filtrado, concentrado em rotavapor e liofilizado a 40°C e 4 atm por 8
horas. Para calcular a concentração em mg/ml, determinou-se o peso seco do extrato aquoso.
Utilizou-se 240 teleóginas da espécie, divididas em grupos de trinta, as quais foram limpas,
1
Mestrando do Curso de Ciência Animal / Universidade Federal do Piauí – UFPI.
2
Profº. Dr. / Depto. de Morfofisiologia Veterinária / Centro de Ciências Agrárias – CCA / Universidade Federal do Piauí - UFPI.
3
Doutoranda do Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinária / Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro – UFRRJ.
4
Mestrando do Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal / Universidade Federal do Piauí – UFPI.
5
Especialista em Zoologia / Depto. de Biologia / Centro de Ciências da Natureza – CCN / Universidade Federal do Piauí – UFPI.
19
separadas por peso e imersas em 20ml das soluções. As concentrações utilizadas foram para o
EA 8,26mg/ml e 12,5mg/ml para o EE em diferentes tempos de exposição. Utilizaram-se, ainda
controles negativos (H
2
O destilada e Dimetilsulfóxido) e controle positivo (Amitraz na
concentração de 0,25mg/ml). Nos cálculos estatísticos empregou-se a análise de variância
(ANOVA), seguida do teste de comparação das médias (SAS, 1986). Os resultados revelaram
que o EA da A. macrocarpa na concentração de 8,26mg/ml em imersão por até sessenta minutos,
não apresentou influência sobre nenhuma das fases de atividade reprodutiva de teleóginas de
R.(B.) microplus. Já o EE da A. macrocarpa na concentração de 12,5mg/ml apresentou
influência quanto à redução da ovipostura.
PALAVRAS-CHAVE: Anadenanthera macrocarpa, Angico preto, Rhipicephalus (Boophilus)
microplus, carrapato, controle, fitoterapia.
ABSTRACT: Rhipicephalus (Boophilus) microplus is the species of ticks of greater distribution
and economic importance, including Brazil, where the whole is potentially conducive to their
survival. Another factor that has led to increased infestation of animals in the country due to the
indiscriminate use of carrapaticide, generating a large selection of pressure, which has led to the
emergence of resistant strains. Thus, the plants appear as an alternative for the control of these
ectoparasites. Among the plants used for this purpose is Anadenanthera macrocarpa popularly
known as angico preto. Thus, the present study sought to verify the effect of the plant on cattle
tick’s female engorges of R.(B.) microplus. The Aqueous Extract (EA) of the shell was obtained
through decoction in distilled water at the concentration of 10% (m / v). The Ethanolic Extract
(EE) has been prepared through maceration on pure ethanol for analysis (PA) and then filtered,
concentrated in turns-steam and lyophilized to 40 ° C and 4 atm for 8 hours. To calculate the
concentration in mg / ml, it is determined the dry weight of aqueous extracts. There used cattle
tick’s female engorges 240 of the species, divided in to groups of thirty, which were cleaned,
separated by weight and immersed in 20 ml of solutions. The concentrations used were for the
20
EA 8,26 mg / ml and 12,5 mg / ml for the EE at different times of exposure. Used, although
negative controls (distilled H2O and Dimetilsulfóxido) and positive control (Amitraz the
concentration of 0,25 mg / ml). In statistical calculations used to the analysis of variance
(ANOVA), followed by the test of comparison of mean (SAS, 1986). The results revealed that
the EA of A. macrocarpa in the concentration of 8,26 mg / ml under water for up to 60 minutes
not submitted influence on any of the stages of reproductive activity of cattle tick’s female
engorges of R.(B.) microplus. Already the EE of A. macrocarpa cattle tick’s female engorges in
the concentration of 12,5 mg / ml presented influence on the reduction of oviposture.
KEY-WORD: Anadenanthera macrocarpa, Angico preto, Rhipicephalus (Boophilus)
microplus, tick, Control, Phytotherapy.
INTRODUÇÃO
Rhipicephalus (Boophilus) microplus é um ectoparasita de bovinos com uma distribuição
geográfica em regiões tropicais e subtropicais do mundo (WILLADSEN e JONGEJAN, 1999).
Estes artrópodes são hematófagos e importantes vetores de arboviroses, ricketsioses,
espiroquetoses e protozoários para o homem e animais domésticos (KAUFMAN, 1989)
Ao picar, o carrapato causa uma irritação nos animais provocando desconforto e perda de
sangue, devido à sua ação hematófaga, influenciando no ganho de peso, no estado nutricional e,
em conseqüência, na produção, dependendo da intensidade da infestação parasitária, podendo
levar à morte do animal, especialmente devido à tristeza parasitária (HORN, 1983). A lesão
causada na pele dos animais pode favorecer o aparecimento de infecções secundárias como as
miíases cutâneas. Essas lesões também acarretam prejuízos no mercado do couro (GONZÁLES e
SERRA-FREIRE, 1992).
No Brasil, o carrapato R.(B.) microplus representa um grande problema na produção de
bovinos em diferentes regiões e o uso de acaricidas vem sendo a medida de controle profilático e
terapêutico. Essa prática causa desenvolvimento de linhagens resistentes de carrapatos,
21
aparecimento de resíduos químicos nos produtos de origem animal (principalmente leite e carne)
e poluição ambiental proveniente do uso dos acaricidas no controle (BULLMAN et. al.,
1996). Nos últimos anos, o controle do carrapato realizado principalmente com produtos
químicos, vem se tornando cada vez mais difícil pelo desenvolvimento da resistência dos
carrapatos frente a diversas gerações de acaricidas, agravando ainda mais a contaminação
química do ambiente e dos produtos alimentícios provenientes de bovinos e elevando o custo do
controle (NOLAN et. al., 1989). Por essas razões, vêm sendo pesquisadas outras alternativas
para o controle do R.(B.) microplus, entre as quais, as plantas medicinais dotadas de atividade
ectoparasiticida.
Uma das plantas que tem sido usada na medicina popular é a Anadenanthera
macrocarpa, uma espécie brasileira pertencente à família Mimosaceae que tem propriedades
semelhantes à paricá (Anadenanthera peregrina). Comum na Amazônia, é usada pelos índios
que na forma de sementes torradas reduzida a pó, como rapé estupefaciente (CATHARINO,
1997).
Segundo Maike (2005) popularmente as folhas murchas do angico são tóxicas para o
gado e, inclusive, são utilizadas como defensivo natural, mas desconhece-se o princípio ativo
que provoca a intoxicação.
Sua casca é rica em taninos, já sendo amplamente utilizada em curtumes, e sua resina
(goma) possui aplicações medicinais e industriais. A casca amarga pode ser antidesintérica e
útil na cura de úlceras. É expectorante energético e com várias aplicações medicinais. A tintura
obtida de suas folhas é eficaz em golpes e comoções cerebrais (CATHARINO, 1997).
Esta planta possui em suas sementes o alcalóide bufotenina, semelhante à psilocibina do
Psilocibes mexicana, cogumelo alucinógeno. A espécie Anadenanthera colubrina, era usada da
mesma forma pelos índios da Argentina e do Peru nos tempos pré-coloniais. Em 1955, Evarts e
seus colaboradores assim descreveram os efeitos da Bufotenina (Dimetil-amino-5-
22
hidroxitriptamina ou DMT): produz efeitos policrômicos, alucinógenos (cores muito
brilhantes), semelhantes aos que produzem com o LOSD-25, talvez com maior duração, causa
alterações muito marcadas de lapso de tempo, percepção com tendência ao automatismo muito
maior que a provocada pela mescalina. Além de alucinações o alcalóide produz psicose,
cianoses, respiração ansiosa, parestesia, midríase e nistagno (MAIKE, 2005).
Segundo citações populares, o extrato da casca, quando aplicado sobre os bovinos
infestados com carrapatos, provoca a queda dos parasitos do corpo do animal, porém não há
informações científicas se isso se deve a uma atividade repelente ou carrapaticida.
Considerando o vasto uso desta planta na medicina popular, a qual já teve algumas de
suas ações cientificamente testadas, porém sem nenhum estudo a respeito de sua atividade sobre
carrapatos, o presente trabalho teve como objetivo verificar se o extrato aquoso e etanólico de
A. macrocarpa são capazes de inibir a oviposição das teleóginas dos carrapatos da espécie
R.(B.) microplus.
MATERIAL E MÉTODOS
Os ensaios farmacológicos foram conduzidos no Laboratório de Fisiologia e
Farmacologia Veterinária do Departamento de Morfofisiologia Veterinária do Centro de
Ciências Agrárias da Universidade Federal do Piauí.
1. Preparação do material vegetal
Anadenanthera macrocarpa foi coletada em uma fazenda no município de Angical – PI,
no período de fevereiro/2006 e identificada no “Herbário Graziela Barroso” / UFPI exsicata n°
21.643 TEPB. A casca, após ser cortada em pedaços menores, foi submetida à secagem em uma
estufa de circulação forçada de ar, durante três dias, a uma temperatura máxima de 50°C. Após
completa secagem, o material foi triturado em moinho e acondicionado em um frasco de vidro
âmbar hermeticamente fechado.
23
1.1. Extrato Aquoso
O EA de A. macrocarpa foi preparado a partir de 60g da matéria vegetal para 600 ml de
água destilada, após decocção de 2 minutos, obteve-se um rendimento de 500 ml de extrato. O
peso seco do extrato foi determinado a partir de três alíquotas de 1ml da solução
acondicionados em frascos lavados, secos, desengordurados e previamente pesados e
identificados, as quais foram colocadas em um dissecador até a obtenção de um peso constante
para cada frasco. A massa média obtida referente à 1ml foi relacionada ao respectivo volume
total, obtendo-se a concentração.
1.2. Extrato etanólico
O EE de A. macrocarpa foi obtido através de maceração a frio após quatro extrações
sucessivas de 5 dias cada uma. A seguir colocado em rotavapor a uma temperatura de 60°C, sob
uma pressão de 500 a 750mmHg. Após a obtenção do extrato, fez-se o congelamento em
nitrogênio líquido e liofilizado a 40°C e 4atm por 8 horas. Posteriormente pesou-se 2,5g da
matéria vegetal, a qual foi diluída em 25ml de Dimetilsulfóxido e 175ml de água destilada,
obtendo-se a concentração. (Figura 1, 2 e 3)
Figura 1: Obtenção do EE – rotavapor Figura 2: Congelamento do EE Figura 3: Secagem do EE no liofilizador
2. Teste de imersão das teleóginas
As teleóginas de R.(B.) microplus foram coletadas em fazendas localizadas na zona rural
de Teresina/Piauí, região Nordeste do Brasil, situadas na latitude e longitude 05° 05’ 21’’ e 42°
24
48’ 07’’ W, respectivamente, com temperatura média de 28,8°C e precipitação pluviométrica de
1,360mm na média anual (SUDENE, 1990).
As fêmeas dos carrapatos ingurgitadas foram colhidas de seus hospedeiros que há 90
dias, no mínimo, não tinham sido expostas a carrapaticida químico. Foram transportadas
imediatamente ao laboratório, onde foram limpas com pincel de cerdas macias e pesadas em
balança de precisão (escala 0,001g), visando uma uniformização do peso (Figura 4).
Posteriormente, foram constituídos grupos de 10 teleóginas, com 3 repetições, as quais foram
colocadas em copos de PVC, contendo 20ml do extrato aquoso e etanólico, em diferentes
tempos de exposição (10 – 20 – 30 – 40 – 50 e 60 minutos). Esse procedimento foi realizado em
triplicata para os grupos testes (EA e EE), controle negativo (água destilada e dimetilsulfóxido)
e controle positivo (Amitraz 0,25mg/ml ) (Figura 5). No total, utilizou-se 240 teleóginas em
cada bioensaio.
Figura 4: Balança de precisão Figura 5: Copos de PVC com Extrato Aquoso (EA)
Transcorrido o tempo de imersão, as teleóginas foram retiradas com uma pinça e secas
com papel toalha, a seguir foram fixadas em placas de Petri (100x15mm), previamente
identificadas, as quais foram mantidas em estufa climatizada (+ 27°C e UR > 80%) no
laboratório, até o final da ovipostura (DOURADO, 2001). (Figura 6).
25
Figura 6: Teleóginas fixadas em placa de Petri
Avaliaram-se os seguintes parâmetros: Peso Inicial – peso das fêmeas antes do
tratamento; Peso da Postura – obtido através da separação das posturas que depois foram
acondicionadas nos tubos de ensaio; Percentual de Eclosão de Larvas – obtido por avaliação
visual comparando-se com o controle negativo; Período de Postura – número de dias
compreendido entre a data do início e o final da postura; Período de Incubação – número de
dias compreendido entre a data do início da postura e a data do final da eclosão; Período de
Eclosão – número de dias compreendido entre a data do início da eclosão e a data do final da
eclosão;
A Eficiência Reprodutiva (ER) e a Eficiência do Extrato (EfE) foram calculadas em
conformidade com DRUMMOND et al., (1973), por meio de duas fórmulas: ER = (peso médio
dos ovos / peso médio das teleóginas do grupo de 10) x média do % eclosão x 20000 e EfE =
(ER controle) – (ER tratado) / (ER controle) x 100.
Observou-se durante um período de três dias a fase de pré-postura, 17 dias a fase de
postura, 22 dias o período de eclosão dos ovos e sete dias a viabilidade das larvas, conforme as
diversas fases do ciclo reprodutivo dos carrapatos.
Para a avaliação do efeito, levou-se em consideração o percentual de oviposição e
viabilidade das larvas (grau de motilidade). Para os cálculos estatísticos adotou-se a análise de
variância (ANOVA), seguida de teste de Duncan, por meio do procedimento (SAS, 1986).
26
RESULTADO E DISCUSSÃO
No teste considerado o peso seco do EA e EE foi de 8,26mg/ml e 12,5mg/ml
respectivamente.
A avaliação das médias do peso dos ovos das teleóginas do R.(B.) microplus quando
submetidas ao extrato aquoso de A. macrocarpa (Tabela 3) mostrou que o grupo do extrato
aquoso de A. macrocarpa não difere significativamente do grupo controle pelo teste de Duncan,
a 95%. A diferença observada entre os grupos teste e padrão sugere ineficácia de A.
macrocarpa quanto à redução esperada da eficiência reprodutiva tomando-se por parâmetro o
peso total dos ovos. No que se refere à eclodibilidade, o grupo extrato aquoso de A. macrocarpa
não difere estatisticamente do grupo controle. Observam-se aqui eficiência igual a 68,57% no
grupo padrão, resultados estes que fortalecem a hipótese de que R.(B.) microplus tenha
adquirido resistência na fazenda doadora, em função ao uso indiscriminado de carrapaticidas.
Tabela 1. Avaliação das médias do peso dos ovos e o percentual de eclosão dos ovos em função
do extrato aquoso de Anadenanthera macrocarpa sobre a atividade reprodutiva “in
vitro” em teleóginas de R.(B.) microplus, Teresina – PI, 2007.
TRATAMENTO PESO DOS OVOS(g) %ECLOSÃO DOS OVOS
Extrato Aquoso (teste)
0,9361a 0,9673a
Água destilada (controle)
1,1130a 0,9897a
Amitraz (Padrão)
0,1707b 0,6787b
Médias seguidas de mesma letra na mesma coluna não diferem entre si pelo teste de Duncan a 5% de significância
Quanto à avaliação da atividade do extrato aquoso de Anadenanthera macrocarpa em
função do tempo de exposição, quando comparados o peso dos ovos (Tabela 2), observou-se
uma diferença significativa com redução no peso dos ovos nos tempos de exposição 30, 40 e 50
minutos, e aumento no tempo 60 minutos, não diferindo estatisticamente dos tempos 10 e 20
27
minutos pelo teste aplicado. Quanto à eclodibilidade, não diferem significativamente em função
do tempo de exposição pelo teste de Duncan a 95%.
Tabela 2. Atividade do extrato aquoso de Anadenanthera macrocarpa, em função do tempo,
sobre o peso dos ovos e o percentual de eclosão dos ovos de R.(B.) microplus,
Teresina – PI, 2007.
VARIÁVEIS TEMPO (minutos)
PESO DOS OVOS(g) %ECLOSÃO
10
0,8642a 95,8964a
20
0,8479a 97,5213a
30
0,5876b 94,8469a
40
0,6343b 96,3515a
50
0,6872b 95,7848a
60
0,8243a 94,9867a
Médias seguidas de mesma letra na mesma coluna não diferem entre si pelo teste de Duncan a 5% de significância
A avaliação das médias do peso dos ovos das teleóginas de R.(B.) microplus, quando
submetidas ao extrato etanólico de A. macrocarpa (Tabela 3), mostrou que o mesmo difere
significativamente do grupo controle pelo teste de Duncan, a 95%. O mesmo não se pode dizer
do padrão, onde ocorreu mortalidade de 53,33% das teleóginas. A diferença observada entre os
grupos teste e padrão demonstra a influência da A. macrocarpa na redução da eficiência
reprodutiva de teleóginas tomando-se por parâmetro o peso total dos ovos. Em relação à
eclodibilidade, o grupo do extrato etanólico de A. macrocarpa apresentou um percentual de
eclosão não significativo em relação ao grupo controle. Observou-se aqui eclosão igual a
54,36% no grupo padrão, resultados estes que indicam que o R.(B.) microplus tenha adquirido
resistência na fazenda na qual foram coletadas.
Tabela 3. Avaliação das médias do peso dos ovos e o percentual de eclosão dos ovos em função
do extrato etanólico de Anadenanthera macrocarpa sobre a atividade reprodutiva “in
vitro” em teleóginas de R.(B.) microplus, Teresina – PI, 2007.
TRATAMENTO PESO DOS OVOS(g)
%ECLOSÃO DOS OVOS
Extrato Etanólico (teste)
0,6488b 95,375a
Dimetilsulfóxido(DMSO) (controle)
1,3597a 98,527a
Amitraz (Padrão)
0,1647c 53,567b
Médias seguidas de mesma letra na mesma coluna não diferem entre si pelo teste de Duncan a 5% de significância
28
Quanto à avaliação da atividade do extrato etanólico de Anadenanthera macrocarpa em
função do tempo de exposição em relação ao peso dos ovos, os resultados foram os mesmos do
extrato aquoso (tabela 4).
Tabela 4. Atividade do extrato etanólico de Anadenanthera macrocarpa em função do tempo
para o peso dos ovos e o percentual de eclosão dos ovos sobre a atividade reprodutiva
“in vitro” em teleóginas de R.(B.) microplus, Teresina – PI, 2007.
VARIÁVEIS TEMPO (minutos)
PESO DOS OVOS(g) %ECLOSÃO
10
0,7730a 96,1633a
20
0,7757a 97,4033a
30
0,4817b 93,8967a
40
0,5620b 94,7700a
50
0,5917b 95,4700a
60
0,7090a 94,5467a
Médias seguidas de mesma letra na mesma coluna não diferem entre si pelo teste de Duncan a 5% de significância
Os resultados obtidos por Neto et al., (2004) utilizando angico (A. macrocarpa) para o
controle do Damalinia caprae em caprinos, relatou uma eficácia de 60,76% sete dias após o
tratamento, 65,29% com 14 dias e 79,74% com 21 dias pós-tratamento.
Diferentemente do Angico preto, outras plantas apresentam atividade carrapaticida como
encontrados por Pires (2006) trabalhando com Simarouba versicolor relatou que a avaliação da
atividade reprodutiva “in vitro”, com o extrato aquoso e etanólico nos diferentes tempos de
exposição, registrou 100% de inibição da ovipostura das teleóginas de R.(B.) microplus. Costa
Junior et al., (2002), que utilizando extratos de Timbó (Derris urucu) mostraram eficiência
média de 97,85% na concentração de 10mg/ml.
Entretanto dados similares aos encontrados por Dourado (2001) que, ao expor teleóginas
de R.(B.) microplus a sumo fresco de Momordica charantia (melão-de-são-caetano) imersão por
até sessenta minutos, não registrou influência da planta sobre nenhuma das fases da atividade
reprodutiva.
29
Isso mostra que o uso popular de plantas é uma fonte importante para orientação de
pesquisas, embora muitas vezes, como no caso do Angico preto, as informações não se
confirmem.
Todavia o “controle positivo” (Amitraz 0,25mg/ml) mostrou interferência na oviposição
das fêmeas. Resultado este semelhante daqueles registrados por Sant’anna et al., (2002), que
testando diversas diluições do piretróide sintético alfametrina obtiveram uma inibição de 100%
na concentração de 300ppm. As substâncias utilizadas como “controle negativo” tanto a água
destilada quanto o dimetilsulfóxido (DMSO), não influenciaram na ovipostura das teleóginas do
R.(B.) microplus.
CONCLUSÃO
O extrato aquoso da A. macrocarpa não teve ação sobre as fases de atividade
reprodutiva de teleóginas de R.(B.) microplus, imersas por até 60 minutos.
O extrato etanólico da A. macrocarpa provocou redução da ovipostura em teleóginas
imersas por até 60 minutos.
As larvas eclodidas das teleóginas tratadas, não demonstraram nenhuma inviabilidade
aparente até o quinto dia de vida.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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31
4. CAPÍTULO 2
EFEITO DO EXTRATO AQUOSO E ETANÓLICO DO ANGICO PRETO
(Anadenanthera macrocarpa) (Benth.) Brenan SOBRE LARVAS DE Rhipicephalus
(Boophilus) microplus (Canestrini, 1887)
EFFECT OF THE AQUEOU AND ETHANOLIC EXTRACT OF THE ANGICO PRETO
(Anadenanthera Macrocarpa) (Benth.) Brenan ON LARVAE OF Rhipicephalus (Boophilus)
microplus (Canestrini, 1887)
Manoel Lopes da Silva Filho (
Mestrando do Curso de Ciência Animal/UFPI–Campus Cinobelina Elvas–UFPI/Bom Jesus-PI–
Departamento de Med. Veterinária CEP– 64900–000 Fone (Fax) (089) 3562-1866 / (086) 9981–9325. E-mail: manoellopes@UFPI.br
);
Rozeverter Moreno Fernandes (
Profº. Dr./ Depto. de Morfofisiologia Veterinária / CCA/UFPI);
Maria do Carmo de
Sousa Batista (
Profª. Dra./ Depto. de Morfofisiologia Veterinária/CCA/UFPI)
; Maria Zenaide de Lima Chagas
Moreno Fernandes (
Doutoranda do Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinária/UFRRJ);
Glauciany Soares Lopes
(
Especialista em Zoologia / Depto. de Biologia/CCN /UFPI).
RESUMO: Rhipicephalus (Boophilus) microplus representa um grande problema na
bovinocultura e o uso de acaricidas vem sendo a medida de controle profilático e terapêutico
mais comum contra esses ectoparasitos. Os principais problemas relacionados com essa prática
dizem respeito ao desenvolvimento de linhagens resistentes de carrapatos. Assim, objetivou-se
determinar o efeito de extratos da casca de Anadenanthera macrocarpa sobre as larvas de R.(B.)
microplus, obtidas de um pool de ovos, acondicionadas em tubo de polietileno. Coletou-se
grupos de 20 larvas ativas, que em seguida foram imersas nas soluções teste e controle por 1,5
minutos. Posteriormente, foram depositadas em placa de Petri forradas com papel de filtro,
vedadas e mantidas a temperatura ambiente. Para os testes empregou-se o extrato aquoso (EA) e
etanólico (EE) nas concentrações de 8,26; 4,13; 2,06; 1,03; 0,51mg/ml e 12,5; 6,25; 3,13; 1,56 e
0,78mg/ml, respectivamente. O controle negativo do EA foi água destilada e para o EE
dimetilsulfóxido (DMSO) a 12,5%, como controle positivo utilizou-se o Amitraz 0,25mg/ml. A
mortalidade foi observada no esteriomicroscópio nos tempos 6, 12, 18 e 24 horas pós-tratamento.
Quanto ao EA a concentração que registrou maior mortalidade foi a de 8,26mg/ml em torno de
85%, nas 12 horas. Quanto ao EE registrou-se maior mortalidade nas concentrações 12,5; 6,25 e
1,56mg/ml em torno de 84%, percentuais semelhantes ao amitraz. Os controles negativos não
apresentaram mortalidade durante o experimento. Assim, tanto o EA como o EE apresentaram
efeito larvicida, embora o EE tenha sido mais eficiente para a espécie, podendo ser uma
alternativa no controle desse ectoparasito.
PALAVRAS – CHAVE: Anadenanthera macrocarpa, Larvas, Rhipicephalus (Boophilus)
microplus, Efeito larvicida.
32
ABSTRACT: Rhipicephalus (Boophilus) microplus is a major problem in cattle and the use of
acaricides has been the measure of control prophylactic and therapeutic against these most
common ectoparasitos. The main problems with this practice relate to the development of
resistant strains of ticks. So objectives are to determine the effect of extracts from the bark of
Anadenanthera macrocarpa on the larvae of R.(B.) microplus, once a pool of eggs packed in
polyethylene pipe. Gathered are active groups of 20 larvae, which were then immersed in the test
and control solutions for 1,5 minutes. Later, they were placed in Petri plate, lined with a filter
paper, sealed and kept at room temperature. For the tests used are the aqueous extracts (EA) and
ethanolic (EE) in concentrations of 8,26; 4,13; 2,06; 1,03; 0,51 mg / ml and 12,5; 6,25; 3,13;
1,56 and 0,78 mg / ml, respectively. The negative control of the EA was distilled water and the
EE dimethylsulfoxide (DMSO) at 12,5%, used as positive control is the Amitraz 0,25 mg / ml.
The mortality was observed in stereomicroscopy times in 6, 12, 18 and 24 hours post-treatment.
As for the EA merger that registered increased mortality was to 8,26 mg / ml around 85% in 12
hours. About the EE is registered in concentrations greater mortality 12,5; 6,25 And 1,56 mg / ml
of around 84%, similar to the percentage amitraz. The negative controls showed no mortality
during the experiment. Thus, both the EA and the EE have larvicide’s effect, but the EE has been
more effective for the species, and may be an alternative in control of ectoparasities.
KEY-WORDS: Anadenanthera macrocarpa, Larvae, Rhipicephalus (Boophilus) microplus,
Effect larvicida.
INTRODUÇÃO
A planta Anadenanthera macrocarpa (Benth) Brenan pertencente à família Leguminosae
Mimosaceae e conhecida popularmente como angico preto, vermelho, amarelo, branco, bravo,
do campo, rajado, fava, jacaré, rosa, do mato, arapiraca, brincos de sagüi, cambuí ferro, curupaí,
guarapiraca, angico de casca, paricá, cebil e angico de curtume (IPEF-LCF/ESALQ/USP, 2005).
O uso de acaricidas é a principal forma de controle dos carrapatos em rebanho bovino,
principalmente por meio de aspersão ou banho de solução aquosa. Os sistemas dorsal, injetável e
por bolos gástricos, têm sido incrementados nos últimos anos facilitando o manejo. Novas
formas de administração dos produtos vêm sendo desenvolvidas com o objetivo de facilitar o
manejo e aumentar a eficiência dos produtos químicos no controle do carrapato.
O controle químico utilizando acaricidas começou no século XX com os compostos
arsenicais e, desde a década de 30, registram-se casos de resistência a este princípio ativo. A
33
primeira constatação de resistência de R.(B.) microplus aos produtos cloro-arsenicais, até então
de uso corrente, deve-se aos pesquisadores do Instituto de Pesquisas Veterinárias "Desidério
Finamor" do estado do Rio Grande do Sul. Os organoclorados e organofosforados começaram a
ser usados no início da década de 50. Vinte anos mais tarde iniciou-se o uso das formamidinas e,
logo após, o uso dos piretróides sintéticos, devido à existência de populações de carrapatos
resistentes aos princípios ativos (Pereira, 1982).
Segundo Uilenberg (1996), inseticidas e acaricidas provocam certo grau de contaminação
ambiental, sendo prejudiciais à vida aquática. Há inseticidas utilizados em culturas que têm
propriedades físico-químicas que os tornam ainda mais prejudiciais. Resíduos de acaricidas no
leite e/ou carne constituem um problema universal e de grande importância na saúde pública.
Sua presença interfere na comercialização de produtos de origem animal.
O extensivo uso de acaricidas leva a vários problemas: custo do manejo e custo da dose.
Além disso, o uso de acaricidas promove a seleção de linhagens de carrapatos diminuindo o
período de proteção dos produtos e aumentando o custo de tratamento, que se torna cada vez
mais intenso.
Acredita-se que a aplicação de extratos vegetais possa causar o desenvolvimento bem
mais lento da resistência, atingir somente espécies alvo, serem biodegradáveis, não causarem
poluição ambiental e diminuírem drasticamente o problema do resíduo (Chagas et al., 2004
citado por Pires, 2006).
Este trabalho teve o objetivo de estudar o efeito do extrato aquoso e etanólico da planta A.
macrocarpa sobre larvas de R.(B.) microplus.
MATERIAL E MÉTODOS
Os ensaios farmacológicos foram conduzidos no Laboratório de Fisiologia e
Farmacologia Veterinária do Departamento de Morfofisiologia Veterinária do Centro de
Ciências Agrárias da Universidade Federal do Piauí.
1. Coleta da planta e preparação dos extratos
A. macrocarpa foi coletada no município de Angical-PI, no período de fevereiro/2006 e
identificada no “Herbário Graziela Barroso”/UFPI exsicata nº 21.643 / TEPB. A casca da
planta, após ser cortada em pedaços menores, foi submetida à secagem em uma estufa de
circulação de ar forçada durante três dias a uma temperatura máxima de 50°C. Após completa
34
secagem, o material foi triturado em moinho e acondicionado em frasco de vidro
hermeticamente fechado.
O extrato aquoso da A. macrocarpa foi preparado a partir de 60g da matéria vegetal para
540ml de água destilada, após decocção de dois minutos. Determinou-se o peso seco deste
extrato, retirando-se três alíquotas de 1ml da solução e colocando-as em frascos lavados, secos,
desengordurados e previamente pesados e identificados. Estes foram colocados em uma estufa
de secagem até a obtenção de um peso constante para cada frasco. A massa média obtida
referente à 1ml foi relacionada ao respectivo volume total, obtendo-se uma concentração em
mg/ml.
O Extrato etanólico da A. macrocarpa foi obtido através de maceração a frio após quatro
extrações sucessivas de 5 dias cada uma. Posteriormente, este foi filtrado, em seguida
concentrado utilizando-se um evaporador rotativo e liofilizador. O extrato foi diluído em
dimetilsulfóxido obtendo-se a concentração em mg/ml.
2. Teste larvicida
As teleóginas de R.(B.) microplus foram coletadas em fazendas localizadas na zona rural
de Teresina, PI, situada na região Nordeste do Brasil na latitude e longitude 05° 05’ 21’’ e 42°
48’ 07’’ W, respectivamente. A temperatura média é da ordem de 28,8°C e precipitação
pluviométrica de 1,360mm na média anual (Sudene, 1990), vinte teleóginas foram
acondicionadas em tubos de polietileno e transportadas ao laboratório. Ao microscópio
esteroscópico verificou-se ausência de mutilações e má formação nas fêmeas selecionadas.
Posteriormente foram lavadas em água destilada, secas em papel toalha e individualizadas para
realizarem a oviposição. Das oviposturas constitui-se um “pool” de ovos os quais foram
acondicionados em tubo, identificados e vedados com algodão hidrófilo e umedecido mantendo
a umidade no interior dos tubos, até o início dos testes.
Utilizaram-se o extrato aquoso na concentração de 8,26; 4,13; 2,06; 1,03; 0,51mg/ml e
etanólico na concentração de 12,5; 6,25; 3,12; 1,56; 0,78mg/ml, tendo como controle negativo a
água destilada e dimetilsulfóxido e controle positivo, o Amitraz 0,25mg/ml (dosagem
recomendada para bovinos). As larvas, ao saírem do tubo, eram colhidas com um pincel nº 4
umedecido nas soluções testes e imediatamente imersas nas placas de Petri contendo as
soluções testes. Após 1,5 minutos foram colocadas sobre o centro do papel filtro do dispositivo
de contenção para ensaios com acaricidas (adaptado de Fernandes, 1997), afastadas uma das
outras para facilitar sua observação. Colocaram-se no mínimo 20 larvas por dispositivo,
35
construído a partir de placa de Petri descartável (9,4cm x 1,5cm), papel filtro quantitativo (9 cm
de diâmetro) e parafina. O papel filtro serviu como piso para as larvas e para retirar delas o
excesso de solução. O papel foi colocado sobre a face interna da tampa da placa de Petri, que
funcionou como base do dispositivo. A placa foi lacrada colocando-se entre as suas bordas
parafina em fusão. Para cada concentração foram utilizados 10 dispositivos (10 repetições) bem
como para os grupos controle. Os dispositivos foram mantidos à temperatura e umidade relativa
ambiente. Para observar a interação entre as larvas e as soluções, os dispositivos foram levados
ao microscópio estereoscópio no tempo 6, 12, 18 e 24 horas após a imersão. Onde se registrou,
em cada horário, a mortalidade.
Para possibilitar a comparação dos resultados com os de outros pesquisadores, foram
utilizados nos bioensaios larvas com 14 a 21 dias, e para efeito de cálculo de mortalidade, larvas
sem capacidade locomotora foram consideradas mortas (FAO, 1995).
Para verificar a influência da variável concentração, na eficiência larvicida, foi aplicado
o Teste de Duncan, a um nível de 95% de probabilidade. A eficiência dos tratamentos foi
interpretada de acordo com o estabelecido pela Organização Mundial de Saúde, em que a
mortalidade média igual ou superior a 80% configura status de susceptível ao vetor e abaixo de
80%, status de resistência (WHO, 1970), e pelo Ministério da Agricultura que preconiza para
registro do acaricida mortalidade mínima de 95% dos ixodídeos na dosagem recomendada
(Ministério da Agricultura, 1990).
RESULTADOS E DISCUSSÃO
O peso seco médio obtido para o EA e EE no Teste considerado foi de 8,26mg/ml e
12,5mg/ml respectivamente.
Os resultados obtidos com o extrato aquoso e etanólico da planta A. macrocarpa e com
amitraz são demonstrados nas tabelas e gráficos abaixo; a eficácia do tratamento corresponde
aos percentuais médios de mortalidade das larvas de R.(B.) microplus.
Tabela 1. Ação larvicida da atividade média de extratos de A. macrocarpa sobre R.(B.)
microplus observadas durante 24h.(n=20) Teresina, PI. 2007
Médias de larvas mortas
Extrato
6h 12h 18h 24h Total de Mortos
Eficiência
Aquoso 1,40c 2,46c 3,76a 6,68a 14,38c 71,9%
Etanólico 2,64b 3,06b 4,08a 5,54b 15,32b 76,6%
Água destilada
0,00d 0,00d 0,00b 0,00d 0,00e 00,0%
Dimetilsulfóxido(DMSO)
0,00d 0,30d 0,70b 1,30c 2,30d 2,3%
Amitraz 11,00a 9,00a 0,00b 0,00d 20,00a 100%
Médias seguidas de mesma letra na mesma coluna não diferem entre si pelo teste de Duncan a 5% de significância.
36
O percentual médio de mortalidade de larvas de R.(B.) microplus submetidas ao extrato
etanólico de A. macrocarpa apresentou eficiência de 76,60% às 24h seguido do extrato aquoso
com 71,9% quando comparados ao controle positivo que apresentou eficiência de 100% às 18h.
Tabela 2: Ação larvicida da atividade média de diferentes concentrações de A. macrocarpa
sobre R.(B.) microplus observadas durante 24h.(n=20) Teresina, PI. 2007
EXTRATOS CONCENT.
(mg/ml)
MORTE
6h
MORTE
12h
MORTE
18h
MORTE
24h
TOTAL DE
MORTES
EFICIÊNCIA
Extrato Aquoso
0,51
1,03
2,06
4,13
8,26
1,40cd
1,60cd
1,00de
0,00e
3,40b
1,60d
2,70bcd
1,90cd
2,50bcd
3,60b
3,10e
3,40cde
4,60a
4,20abcd
3,50bcde
5,90bc
6,20bc
7,20ab
7,80a
6,30bc
12,00e
13,90d
14,70cd
14,50d
16,80b
60,5%
69,5%
73,5%
72,5%
84,0%
Extrato
Etanólico
0,78
1,56
3,12
6,25
12,5
3,10b
2,50bc
2,40bc
2,30bc
2,90b
3,10b
3,30b
2,50bcd
3,00bc
3,40b
3,30de
4,00abcde
4,50ab
4,20abcd
4,40abc
5,10c
5,40c
5,50c
6,00bc
5,70c
14,60cd
15,20bcd
14,90cd
15,50bcd
16,40bc
73,0%
76,0%
74,5%
77,5%
82,0%
Água destilada
- 0,00e 0,00e 0,00f 0,00e 0,00g 00,0%
Dimetilsulfóxido
12,5 0,00e 0,30e 0,70f 1,30d 2,30f 2,30%
Amitraz
0,25 11,00a 9,00a 0,00f 0,00de 20,00a 100%
Médias seguidas de mesma letra na mesma coluna não diferem entre si pelo teste de Duncan a 5% de significância
A Tab. 2 revela que a mortalidade das larvas de R.(B.) microplus observada na 24ªh
(padrão da WHO, 1992) foi de 84,0%; 72,5%; 73,5%; 69,5% e 60,0%, respectivamente nas
concentrações de 8,26; 4,13; 2,06; 1,03 e 0,51mg/ml de extrato aquoso.
Resultado ainda maior que o EA foi encontrado nos teste com o EE de A. macrocarpa,
quando comparado com o carrapaticida estudado Amitraz (0,25mg/ml) Tab. 2. Apresentando
uma mortalidade de 82,0%; 77,5%; 74,5%; 76,0% e 73,0% respectivamente nas concentrações
de 12,5; 6,25; 3,13; 1,56 e 0,78mg/ml de extrato etanólico. Sendo registrado maior percentual de
mortalidade nas concentrações 8,26mg/ml e 12,5mg/ml dos extratos aquoso e etanólico
respectivamente na 12ªh de observação.
Pires (2006) revelou mortalidade das larvas de R.(B.) microplus e R. sanguineus,
observada na 24ªh, de 100% para ambas, nas concentrações de 8,6; 4,3; 2,15; 1,07 e 0,54mg/ml
de extrato aquoso de Simarouba. versicolor e no extrato etanólico mortalidade de 100%,
registrada na 6ªh de observação, nas diferentes concentrações.
No trabalho de Prates et al., (1998), a (+)-cânfora levou 60 minutos para causar
mortalidade de 100% das larvas de R.(B.) microplus, enquanto que a (+)-isopinocânfona precisou
de 45 minutos de contato.
Existem poucos estudos nas atividades de plantas brasileiras contra larvas de carrapato.
Prates et al., (1993) determinou que
α-pineno presente nos extratos da grama Melinis minutiflora
37
(Poaceae) tem ação larvicida sobre R.(B.) microplus. Outros investigadores (Chagas et al.,
2002a) obtiveram resultados promissores ao testar formulações elaboradas a partir de óleos
essenciais de três espécies de Eucalyptus sp. (Myrtaceae) contra R.(B.) microplus. Eles
constataram 100% de mortalidade larval quando exposto a 10% (≈100.000ppm) de concentração
da fórmula a base de E. staigeriana e E. citriodora e 20% de E. globulus.
Resultados confirmam a maior eficácia de Copaifera reticulata como um acaricida
botânico, desde que produziu 99% mortalidade larval de R.(B.) microplus a concentrações (3491
ppm ≈ 0.35%) inferiores às dos eucaliptos (10% e 20%) (Chagas et al.,2002a). Já para Sapindus
saponaria estratos a 6360 ppm ≈ 0.63% e 3922 ppm ≈ 0.40% foram eficazes (Fernandes et al.,
2005 e 2007). A atividade larvicida obtida do óleo da árvore de Copaiba está prometendo para o
controle deste importante carrapato R.(B.) microplus (Fernandes et al., 2007).
Chagas et al., (2002b), não encontrou eficácia de produtos arilsulfonílicos, obtidos apartir
da técnica de clorossulfonação, em larvas de R.(B.) microplus.
De acordo com tais resultados, A. macrocarpa provoca mortalidade média de 71,9% para
EA e de 76,6% para EE sobre larvas do carrapato. Todavia, a mortalidade obtida pelos extratos
acima citados está abaixo do recomendado oficialmente (Ministério..., 1990). No entanto, estes
percentuais estão muito próximos do desejado, podendo ser posteriormente associado a outro
extrato vegetal como o caso dos óleos de E. staigeriana, E. citriodora e E. globulus aumentando
assim a taxa de mortalidade e servindo de alternativa de controle desses ixodídeos. É
fundamental a redução do uso de produtos químicos, visando reduzir o impacto ambiental,
causado pelo acúmulo destas drogas no ambiente e cadeias alimentares, podendo ainda contribuir
na elaboração de uma nova estratégia de controle, pois os acaricidas químicos têm sido a
principal forma de combate aos carrapatos. No Brasil, estudos para monitoramento da
suscetibilidade dos carrapatos aos acaricidas, bem como para sua utilização correta, tornam-se
necessários e urgentes, uma vez que diversos deles estão sendo administrados
indiscriminadamente sob formas e dosagens variadas nos animais e ambientes infestados,
gerando assim ineficiência acaricida, prejuízos econômicos aos criadores, intoxicações aos
animais e ao homem, levando ao desenvolvimento de cepas resistentes.
CONCLUSÃO
O extrato aquoso de A. macrocarpa provocou mortalidade de 71,9% em larvas de R.(B.)
microplus.
38
O extrato etanólico de A. macrocarpa provocou mortalidade de 76,6% em larvas de
R.(B.) microplus.
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40
5. CONSIDERAÇÕES GERAIS DA TESE
Em função dos resultados positivos obtidos com A. macrocarpa, faz-se
necessário:
• O fracionamento das substâncias químicas dessa planta para o isolamento de princípios
ativos.
• Aplicação dérmica para verificar a possibilidade de irritação da pele.
• Sugerem-se testes “in vivo” nos bovinos para verificar o comportamento dos extratos em
nível de campo.
• Procurar desenvolver métodos de associação com outras plantas e aplicação que
possibilitem o efetivo controle dos parasitos.
41
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS DA REVISÃO
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