( PDF ) Avaliação sazonal de carotenóides provitamina a (alfa- e beta-caroteno) e vitamina E (alfa-tocoferol) em macroalgas marinhas pertencentes a família caulerpaceae (divisão chlorophyta)

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ

CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS

DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA DE PESCA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA DE PESCA

AVALIAÇÃO SAZONAL DE CAROTENÓIDES PROVITAMINA A (α- E

β-CAROTENO) E VITAMINA E (α-TOCOFEROL) EM MACROALGAS

MARINHAS PERTENCENTES A FAMÍLIA CAULERPACEAE (DIVISÃO

CHLOROPHYTA)

KELMA MARIA DOS SANTOS PIRES

FORTALEZA-CEARÁ-BRASIL

DEZEMBRO / 2007

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AVALIAÇÃO SAZONAL DE CAROTENÓIDES PROVITAMINA A (α- E

β-CAROTENO) E VITAMINA E (α-TOCOFEROL) EM MACROALGAS

MARINHAS PERTENCENTES A FAMÍLIA CAULERPACEAE (DIVISÃO

CHLOROPHYTA)

KELMA MARIA DOS SANTOS PIRES

DISSERTAÇÃO DE MESTRADO SUBMETIDA À COORDENAÇÃO

DO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA DE

PESCA DA UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ, COMO

REQUISITO PARCIAL PARA OBTENÇÃO DO GRAU DE MESTRE

EM ENGENHARIA DE PESCA.

FORTALEZA-CEARÁ-BRASIL

DEZEMBRO / 2007

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iii

Ficha catalográfica elaborada pela Bibliotecária Ana Cristina Azevedo U. Melo CRB-3/572

P745a Pires, Kelma Maria dos Santos

Avaliação sazonal de carotenóides provitamina A (α– e β– caroteno) e

vitamina E (α–tocoferol) em macroalgas marinhas pertencentes a família

Caulerpacea (Divisão Chlorophyta) / Kelma Maria dos Santos Pires.

94f., il. color. enc.

Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2007.

Área de Concentração : Recursos Pesqueiros

Orientadora: Profa. PhD Silvana Saker Sampaio

1.Nutrientes 2. Conteúdo mensal 3. CLAE I. Saker-Sampaio, Silvana

(orient.) II. Universidade Federal do Ceará – Pós-Graduação em Engenharia

de Pesca III. Título

CDD 639.2

Esta dissertação foi submetida à Coordenação do Programa de Pós-

Graduação em Engenharia de Pesca como parte dos requisitos necessários à

obtenção do grau de Mestre em Engenharia de Pesca, outorgado pela

Universidade Federal do Ceará e encontra-se à disposição dos interessados na

Biblioteca de Ciências e Tecnologia da referida Universidade.

A transcrição de qualquer trecho desta dissertação é permitida, desde

que seja feita de acordo com as normas da ética científica.

_____________________________

Kelma Maria dos Santos Pires

DISSERTAÇÃO APROVADA EM ____/____/____

______________________________________

Prof

Silvana Saker Sampaio, Ph.D.

Orientadora da Dissertação

Presidente

______________________________________

Prof. Alexandre Holanda Sampaio, Ph.D.

Conselheiro

______________________________________

Prof. Francisco Arnaldo Viana, D.Sc.

Conselheiro

Aos meus pais, Ocelo e Maria José,

por me amarem incondicionalmente

e pelo incentivo e apoio em todas as

etapas de minha vida.

Às minhas irmãs, Kelly e Kelry, e ao

meu noivo Cleber pela amizade,

apoio, motivação e cumplicidade.

Dedico este trabalho

AGRADECIMENTOS

A Deus, que me deu o dom da vida, e pela sua presença constante em todos

os momentos de minha vida.

Aos meus pais, José Ocelo Pires e Maria José dos Santos Pires, as minhas

irmãs, Kelly e Kelry e ao meu cunhado Tiago de Sousa pelo incentivo,

motivação, compreensão e por estarem sempre presentes em minha vida.

Ao meu querido noivo, Cleber Pereira Cavalcante, pois sempre que eu quis

fraquejar me encorajou a continuar em frente, pelo amor e carinho

demonstrados nesses últimos anos e pelos domingos que abriu mão para me

ajudar em minhas pesquisas.

Ao meu avô Olívio Maximiano (in memoriam), aos meus tios Aderson

Maximiano e Agostinho Maximiano (in memoriam) pela ajuda e apoio aos meus

estudos.

Ao meu querido primo Paulo Sérgio Gadelha que sempre foi muito presente

nessa minha jornada.

A Prof

Silvana Saker Sampaio por ter acreditado em meu potencial, pela

valiosa orientação e conhecimentos passados durante execução deste trabalho

e pelo carinho e amizade.

Ao Prof

Alexandre Holanda Sampaio, pelo apoio durante a realização

deste experimento, sempre procurando proporcionar boas condições de

trabalho e pelas valiosas sugestões.

Ao Prof

Francisco Arnaldo Viana, por ter tão gentilmente aceito participar

da minha banca de dissertação e por suas valiosas sugestões.

Ao Prof

Wladimir Ronald Lobo Farias, por ter sido muito prestativo sempre

que o solicitei.

A Fundação Cearense de Amparo à Pesquisa – FUNCAP, por ter me

concedido a bolsa durante todo o meu curso de mestrado.

Aos meus amigos, Rômulo Malta, Jonas Guarany e Filipe Nepomuceno pela

ajuda na execução dos trabalhos de laboratório.

Ao amigo Daniel Alencar (meu bebeim) pelo seu companheirismo e ajuda

incondicional e por muitas vezes ter renunciado suas horas de lazer para poder

me acompanhar na realização de meus experimentos.

A minha querida amiga Márcia Barbosa, por seu carinho e pelos seus valiosos

ensinamentos a mim passados desde a época da graduação.

vii

Aos meus amigos Eudismar Nunes, Durvânia Andrade, Olavo Mourão e Ivone

Coelho que sempre se preocuparam com meu bem estar.

Aos meus amigos do laboratório BIOMAR, Ariévilo, Paula, Valeska e José

Júnior pelos momentos de descontração.

A minha ex-professora e hoje amiga Alessandra Cristina da Silva pelas valiosas

sugestões na estatística do meu trabalho.

A todos os professores do Programa de Pós-Graduação que contribuíram para

a minha formação profissional, em especial, ao Prof

José Wilson Calíope

de Freitas, que foi tão compreensivo comigo durante suas disciplinas.

A todos, os meus sinceros agradecimentos.

SUMÁRIO

Página

LISTA DE FIGURAS

LISTA DE TABELAS

RESUMO

ABSTRACT

vii

1. INTRODUÇÃO

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1. Macroalgas marinhas 4

2.2. Carotenóides 10

2.2.1. Estrutura química dos carotenóides 13

2.2.2. Carotenóides provitamina A 16

2.2.3. Deficiência de vitamina A 18

2.2.4. Absorção e Transporte dos carotenóides pelo organismo 19

2.3. Vitamina E 21

2.3.1. Estrutura química da vitamina E 25

2.3.2. Atividade biológica da vitamina E 26

2.3.3. Deficiência de vitamina E 27

2.3.4. Absorção e Transporte dos tocoferóis pelo organismo 29

2.4. Cromatografia líquida de alta eficiência 31

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Coleta das algas e Preparação do material 33

3.2. Reagentes

3.3. Preparação dos extratos, Saponificação e Partição 34

3.4. Soluções-padrão de β-caroteno e de α-tocoferol

3.5. Cromatografia líquida de alta eficiência em fase reversa 36

3.6. Cálculo dos teores de α- e β-caroteno e de α-tocoferol

3.7. Análises estatísticas 38

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1. Curvas padrão de β-caroteno e de α-tocoferol

4.2. Carotenóides provitamina A 41

4.3. Vitamina E (α-tocoferol)

5. CONCLUSÕES

6. REFERÊNCIAS

LISTA DE FIGURAS

Página

Figura 1. Espécies de Caulerpa de ocorrência mais comum no litoral

do Ceará.

Figura 2. Estrutura e sistema de numeração dos carotenóides

(BRITTON, 1995).

Figura 3. Estruturas dos carotenóides de ocorrência mais comum na

natureza e quantitativamente importantes (ROWAN, 1989).

Figura 4.

Clivagem simétrica e assimétrica do β-caroteno para

produção de retinal, retinol e ácido retinóico (AMBRÓSIO et

al., 2006).

Figura 5. Biossíntese da vitamina E. O quadro azul destaca os quatro

tocoferóis naturais em plantas (HOFIUS; SONNEWALD,

2003).

Figura 6. Estruturas químicas do tocoferol e tocotrienol

(CERQUEIRA et al., 2007).

Figura 7.

Curva padrão do β-caroteno (Sigma) submetido à

saponificação e partição.

Figura 8.

Curva padrão do α-tocoferol (Sigma) submetido à

saponificação e partição.

Figura 9.

Cromatograma típico de β-caroteno (Sigma) submetido à

saponificação e partição.

Figura 10.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

sertularioides “in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de

janeiro a dezembro de 2006.

Figura 11.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

prolifera “in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de

janeiro a dezembro de 2006.

Figura 12.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

cupressoides “in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de

janeiro a dezembro de 2006.

iii

Figura 13.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

mexicana “in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de

janeiro a dezembro de 2006.

Figura 14.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

racemosa “in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de

janeiro a dezembro de 2006.

Figura 15.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

sertularioides coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006 e desidratada em estufa a 40°C por 15

horas.

Figura 16.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

prolifera coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006 e desidratada em estufa a 40°C por 15

horas.

Figura 17.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

cupressoides coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006 e desidratada em estufa a 40°C por 15

horas.

Figura 18.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

mexicana coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006 e desidratada em estufa a 40°C por 15

horas.

Figura 19.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

racemosa coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006 e desidratada em estufa a 40°C por 15

horas.

Figura 20.

Cromatograma típico de α-tocoferol (Sigma) submetido à

saponificação e partição.

Figura 21.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa sertulariodes “in

natura”, coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006.

Figura 22.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa prolifera “in natura”,

coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de

2006.

Figura 23.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa cupressoides “in

natura”, coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006.

Figura 24.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa mexicana “in natura”,

coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de

2006.

Figura 25.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa racemosa “in natura”,

coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de

2006.

Figura 26.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa sertulariodes coletada

na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Figura 27.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa prolifera coletada na

Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Figura 28.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa cupressoides coletada

na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Figura 29.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa mexicana coletada na

Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Figura 30.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa racemosa coletada na

Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

LISTA DE TABELAS

Página

Tabela 1. Distribuição dos carotenóides em algas marinhas

(LIAAEN-JENSEN, 1977; ROWAN, 1989).

Tabela 2. Teores de retinol equivalente e porções para que as

espécies de Caulerpa analisadas “in natura” sejam

consideradas fontes excelentes ou úteis de vitamina A.

Tabela 3. Teores de retinol equivalente e porções para que as

espécies de Caulerpa analisadas desidratadas sejam

consideradas fontes excelentes ou úteis de vitamina A.

Tabela 4.

Teores de α-tocoferol equivalente e porções para que as

espécies de Caulerpa analisadas “in natura” sejam

consideradas fontes excelentes ou úteis de vitamina E.

Tabela 5.

Teores de α-tocoferol equivalente e porções para que as

espécies de Caulerpa analisadas desidratadas sejam

consideradas fontes excelentes ou úteis de vitamina E.

RESUMO

As algas marinhas são fontes de uma grande variedade de compostos

benéficos para o homem, dentre os quais se destacam os minerais, as fibras

dietárias e as vitaminas (A, B, C e E). O objetivo deste trabalho foi verificar a

existência de variação sazonal nos teores de α- e β-caroteno (carotenóides

provitamina A) e de α-tocoferol (vitamina E), em cinco espécies de macroalgas

marinhas pertencentes ao gênero Caulerpa (Família Caulerpaceae, Divisão

Chlorophyta), “in natura” e desidratada. Os conteúdos desses nutrientes nas

algas desidratadas foram comparados com aqueles nas algas “in natura”, com

o objetivo de verificar se houve alteração pelo processo de desidratação. As

espécies de macroalgas marinhas foram coletadas mensalmente, de janeiro a

dezembro de 2006, durante as marés baixas na Praia do Pacheco, Caucaia-

CE. As análises de α- e β-caroteno e α-tocoferol foram realizadas a partir da

extração da alga em metanol-água (90:10) nas proporções 1:10 (p/v), nas

amostras “in natura”, e 1:20 (p/v), nas desidratadas, saponificação com

hidróxido de potássio 5% por 30 min a 70°C e partição em n-hexano que foi

evaporado sob corrente de ar. O resíduo foi suspenso em 1 mL de metanol no

momento da análise cromatográfica e 100 μL foram injetados manualmente. O

sistema cromatográfico consistiu em uma coluna Waters Spherisorb-Hichrom

S5ODS-2 (4,6 x 250 mm) e uma fase móvel constituída de

metanol:tetrahidrofurano (90:10, v/v), com fluxo de 1,5 mL min

-1

. O detector foi

ajustado em 450 nm e 292 nm e os cromatogramas registrados através do

sistema Unicorn

versão 5.0. Todas as espécies de Caulerpa “in natura” e

desidratadas analisadas no presente trabalho apresentaram tanto α-caroteno

quanto β-caroteno e as suas distribuições mostraram diferenças ao longo dos

doze meses de coleta. De um modo geral, os teores de α-caroteno foram

superiores aos de β-caroteno. As perdas nos conteúdos de carotenóides

provitamina oscilaram entre 10% e 94%. Para que as algas analisadas neste

trabalho fossem consideradas fontes excelentes de vitamina A seria necessário

que as porções consumidas diariamente variassem de 52 g a 689 g, quando

consumidas “in natura” ou de 42 g a 469 g, quando desidratadas. As cinco

espécies analisadas neste trabalho apresentaram α-tocoferol, tanto nas

amostras “in natura” quanto nas desidratadas, com exceção de C. racemosa

coletada em março que após ser submetida a secagem não foi detectado α-

tocoferol, e sua distribuição foi variável ao longo do ano. Nos teores de α-

tocoferol foi observado perdas que variaram de 22 a 91%. As porções que

deveriam ser consumidas diariamente para que as espécies de Caulerpa

estudadas fossem capazes de fornecer

da IDR são relativamente pequenas,

devendo oscilar entre 11 g e 168 g, quando “in natura”, ou entre 13 g e 70 g,

quando desidratadas. As quantidades de retinol equivalente e α-tocoferol

equivalente nas algas analisadas no presente trabalho não diferiram muito

daquelas encontradas nos vegetais normalmente consumidos.

vii

ABSTRACT

Marine macroalgae are sources of a great variety of beneficial

compounds such as minerals, dietary fibers and vitamins. The aim of this work

was to verify seasonal variation upon both provitamin A carotenoids (α- and

β-carotene) and vitamin E (α-tocopherol) contents in five species of the marine

green macroalga Caulerpa both fresh and oven-dried at 40°C for 15 h. The

contents in dried algae were compared to those in fresh algae to evaluate the

losses after drying. Algal material was collected monthly from January to

December 2006, in Pacheco Beach, Caucaia, Ceará. Analyses of α- and

β-carotene and α-tocopherol were carried out in extracts 1:10 (p/v) for fresh

alga and 1:20 (p/v) for dried alga using aqueous methanol (90:10, v/v). They

were saponified with 5% KOH and partitioned into n-hexane, which was then

evaporated. The residues were suspended in 1 mL methanol prior to HPLC

analyses. Aliquots of 100 μL were injected in a HPLC system consisting of a

Waters Spherisorb-Hichrom S5 ODS-2 column (4.6 x 250 mm) and a mobile

phase of methanol:tetrahydrofurane (90:10, v/v), delivered at 1.5 mL min

-1

. The

detector was set at 450 nm for α- and β-carotene and 290 nm for α-tocopherol.

Chromatograms were registered at Unicorn

version 5.0. All samples showed

α- and β-carotene and α-tocopherol, but their distribution along the year was

variable. In general, the contents of α-carotene were greater than those of

β-carotene. The losses of α- and β-carotene varied between 10% and 94%. In

order to be considered an excellent source of vitamin A, the daily consumption

would be 52 g to 689 g of fresh alga or 42 g to 469 g of dried alga.

α-Tocopherol was detected in all samples except in dried C. racemosa collected

in March. Similar to the distribution of α- and β-carotene along the year,

α-tocopherol contents varied too. Losses varied from 22% to 91%. Daily

portions to supply 50% of the Recommended Daily Allowance (RDA) would be

11 g to 168 g of fresh alga or 13 g to 70 g of dried alga. Amounts of vitamin A

(retinol equivalents) and vitamin E (tocopherol equivalents) in all algae analyzed

were not very different from most vegetables normally consumed.

1. INTRODUÇÃO

As algas marinhas são fontes de uma grande variedade de compostos

benéficos para o homem, apresentando diversas aplicações em nutrição,

fertilização do solo, indústria de alimentos e outras áreas biotecnológicas

(OLIVEIRA, 1997; MCHUGH, 2003). Elas têm sido usadas na alimentação

humana, por vários séculos, principalmente nos países da Ásia como China,

Japão, Coréia e Filipinas, onde as espécies mais consumidas são Laminaria

japonica, Undaria pinnatifida e Porphyra spp (LIPKIN, 1985; XIA; ABBOTT,

1987; LUNING; PANG, 2003). Na Europa, predomina o consumo de Palmaria

palmata, Porphyra spp, Chondrus crispus e Mastocarpus stellatus

(INDERGAARD; MINSAAS, 1991; BURTIN, 2003). Estas espécies apresentam

características que promovem seu uso como alimento humano e seu consumo

é limitado apenas pela aceitabilidade do consumidor.

Nas últimas décadas, a comunidade científica tem demonstrado

interesse crescente pelo estudo dos carotenóides e das vitaminas

lipossolúveis, que podem estar associados à prevenção e/ou redução de

doenças cardiovasculares e outras doenças degenerativas (JIMENEZ-ESCRIG

et al., 2001; GRASSMANN et al., 2002; DRISKO et al., 2003; STAHL, SIES,

2003; WILLIS; WIANS JR, 2003; JOHNSON, 2004).

Os carotenóides, divididos em duas classes: carotenos (formados

apenas de carbono e hidrogênio) e xantofilas (que possuem pelo menos um

átomo de oxigênio na molécula), consistem em um grupo de pigmentos

naturais, amplamente distribuídos na natureza, onde desempenham várias

funções biológicas (HORNERO-MÉNDEZ; BRITTON, 2002; BAKER;

GÜNTHER, 2004; TAPIERO et al., 2004; LIN; CHEN, 2005). Alguns

carotenóides, especialmente o β-caroteno, são importantes na nutrição humana

como fonte de vitamina A (BRITTON et al., 1995), a qual desempenha

importante papel em vários processos metabólicos destacando-se o processo

visual (OLSON, 1993; RONCADA, 2000; NELSON; COX, 2006). Além de

alguns carotenóides serem precursores de vitamina A, esses pigmentos são

conhecidos por seu potencial antioxidante, prevenindo assim muitas patologias

humanas (AMBRÓSIO et al., 2006; CARDOZO et al., 2007; GAMA; SYLOS,

2007; RAO; RAO, 2007; SEMBA et al., 2007).

Da mesma forma, a vitamina E é considerada um micronutriente

essencial à nutrição humana e o mais efetivo antioxidante lipossolúvel

encontrado na natureza (MACHLIN, 1991; SEN et al., 2007), estando também

relacionada com a prevenção e/ou redução de inúmeras doenças (BRIGELIUS-

FLOHÉ et al., 2002; SEN et al., 2007; TRABER; ATKINSON, 2007).

De acordo com Burtin (2003), as algas pardas são particularmente ricas

em carotenóides especialmente fucoxantina, β-caroteno e violaxantina. Os

principais carotenóides das algas verdes e vermelhas são β-caroteno,

α-caroteno e seus derivados hidroxilados, zeaxantina e luteína,

respectivamente. Quanto ao conteúdo de vitamina E, as algas pardas são

melhores fontes desse micronutriente, apresentando α-, β- e γ-tocoferol, do que

as algas verdes e vermelhas, que possuem apenas α-tocoferol.

Apesar do potencial nutricional das macroalgas marinhas, fatores como

sazonalidade, condições ambientais de temperatura, salinidade e

luminosidade, frescor, método de conservação e processamento (industrial ou

doméstico), podem alterar a qualidade nutricional por afetar o conteúdo

vitamínico desses vegetais (MABEAU; FLEURENCE, 1993; GALLAND-

IRMOULI et al., 1999; BERNHARDT; SCHLICH, 2006; MARINHO-SORIANO et

al., 2006), porém, pesquisas que abordam o efeito do calor sobre esses

compostos são bastante escassas (SAKER-SAMPAIO, 1997).

O número de trabalhos abordando a composição e/ou a distribuição e a

variação sazonal de carotenóides e vitamina E em algas marinhas é

relativamente pequeno, quando comparado às informações disponíveis sobre

os vegetais normalmente consumidos como alimentos. Entretanto, o

Laboratório de Bioquímica Marinha – BIOMAR, da Universidade Federal do

Ceará, desde 2003 vem estudando a ocorrência e distribuição de tais

compostos presentes nas espécies de macroalgas marinhas do litoral do Ceará

(MACIEL DA SILVA, 2003; SOUSA, 2005; PIRES 2006).

Diante do importante papel que as algas vêm desempenhando na

indústria e na nutrição animal e humana, muitas pesquisas ainda são

necessárias para elucidar o verdadeiro valor nutricional das macroalgas

marinhas, para que elas possam ser aproveitadas da melhor maneira.

Os teores de α- e β-caroteno nas algas do gênero Caulerpa analisadas

por Pires (2006) e a abundância dessas espécies no litoral cearense

impulsionaram a escolha desse gênero para ser objeto de estudo no presente

trabalho, verificando a existência de variação sazonal nos teores de α- e

β-caroteno e de α-tocoferol, em cinco espécies do gênero Caulerpa “in natura”

e desidratada. Os conteúdos desses nutrientes nas algas desidratadas foram

comparados com aqueles nas algas “in natura”, para verificar se houve

alteração pelo processo de desidratação.

2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1. Macroalgas marinhas

As algas pertencem a um diversificado grupo de organismos

fotossintéticos abrangendo desde células únicas e microscópicas a estruturas

complexas, como as macroalgas marinhas que podem atingir muitos metros de

comprimento. Podem ser classificadas como organismos eucariontes ou

procariontes; as eucariontes pertencem ao Reino Protista juntamente com

fungos e protozoários, e as procariontes estão incluídas no Reino Monera junto

com as eubactérias. Crescem tanto em água doce como em ambiente marinho,

sendo encontradas também em ambientes terrestres úmidos. Nos locais onde

crescem, as algas desenvolvem papel ecológico comparável àquele das

plantas terrestres. Como organismos fotossintéticos, são os maiores produtores

de oxigênio e matéria orgânica nos ambientes aquáticos, sendo responsáveis

por 30 a 50% da fotossíntese da Terra. Por converterem matéria inorgânica em

compostos orgânicos que podem ser utilizados por organismos heterotróficos,

as algas ocupam o primeiro nível em muitas cadeias alimentares (SZE, 1997;

RAVEN et al., 2001; VIDOTTI; ROLLEMBERG, 2004).

As macroalgas marinhas bentônicas são encontradas ao longo dos

costões rochosos e dos recifes de maré, onde estão distribuídas em faixas bem

definidas, visíveis em relação aos níveis de marés. A complexidade estrutural

das macroalgas reflete sua capacidade de sobrevivência na zona de marés,

onde duas vezes por dia estão sujeitas a amplas flutuações de umidade,

temperatura, salinidade e luz.

As macroalgas são classificadas em três divisões: Chlorophyta (algas

verdes), que podem ser encontradas em ambientes marinhos, continentais ou

mesmo terrestres; Rhodophyta (algas vermelhas) e Phaeophyta (algas pardas)

que são primariamente marinhas existindo poucos gêneros de água doce. Essa

classificação tem como base a grande variação de suas características tais

como: captação de luz para a fotossíntese, polissacarídeos de reserva,

organização celular, filogenia molecular, ciclo de vida, morfologia e ecologia

(SZE, 1997; RAVEN et al., 2001; VIDOTTI; ROLLEMBERG, 2004).

A divisão Chlorophyta constitui o grupo mais diversificado de todas as

algas, tanto na morfologia quanto no histórico de vida, compreendendo 17.000

espécies. Apesar da maioria ser aquática, elas também são encontradas em

uma ampla variedade de ambientes (neve, tronco de árvores, solos) (RAVEN et

al., 2001). Dentro dessa divisão, pode-se destacar o gênero Caulerpa (Família

Caulerpaceae), que é constituído por algas marinhas bentônicas dotadas de

um talo rastejante formado por uma porção rizomatosa que se espalha ao

longo da superfície do substrato, fixando-se através de tufos de rizóides. Ao

longo da porção rizomatosa são encontrados ramos eretos, também chamados

de assimiladores, por sua vez ramificados, com uma morfologia característica

para cada diferente espécie, cenocíticos em todas as porções (JOLY, 1965;

SZE, 1997). Nesse gênero, as espécies Caulerpa cupressoides, C. mexicana,

C. prolifera, C. racemosa e C. sertularioides podem ser ressaltadas como as de

ocorrência mais comum no litoral cearense (Figura 1).

Figura 1. Espécies de Caulerpa de ocorrência mais comum no litoral do

Ceará.

(A) C. cupressoides; (B) C. mexicana; (C) C. prolifera; (D) C. racemosa e

(E) C. sertularioides.

(A) (B)

(E)

A produção mundial de plantas aquáticas provenientes da aqüicultura foi

de 13.930.570 toneladas em 2004, gerando US$ 6.809.424. Dessa produção,

as algas pardas contribuíram com 51,64% (7.194.316 toneladas), as vermelhas

com 29,20% (4.067.028 toneladas) e as verdes com 0,14% (19.046 toneladas)

(FAO, 2004).

O consumo de macroalgas marinhas na alimentação humana é uma

tradição bastante antiga no Oriente, datando dos séculos 4

no Japão e 6

China. Hoje, Japão, China e República da Coréia são os maiores consumidores

de algas como alimento (OLIVEIRA, 1997; McHUGH, 2003).

Nos países ocidentais, a utilização de algas marinhas ocorre

predominantemente como fonte de ficocolóides, como alginatos, carragenanas

e ágar, e como agentes espessantes e gelificantes utilizados em várias

indústrias, incluindo a de alimentos. Entretanto, em 1990 a França

regulamentou o uso de onze macroalgas (Chlorophyta: Ulva spp e

Enteromorpha spp; Rhodophyta: Porphyra umbilicalis, Palmaria palmata,

Gracilaria verrucosa e Chondrus crispus e Phaeophyta: Ascophyllum nodosum,

Fucus vesiculosus, F. serratus, Himanthalia elongata e Undaria pinnatifida) e

uma microalga (Cyanophyta: Spirulina sp) para consumo humano (MABEAU;

FLEURENCE, 1993).

No Brasil, a região costeira compreendida entre o Estado do Ceará e o

Norte do Rio de Janeiro abriga a flora algal mais diversificada do país. No

tocante à exploração das espécies para fins comerciais, a atividade de maior

porte corresponde à coleta de algas vermelhas (Gracilaria e Hypnea) no litoral

do Nordeste, principalmente entre os estados do Ceará e da Paraíba. O

registro de coleta da Gracilaria data da década de 60. A biomassa coletada é

destinada à exportação ou à produção de ágar no próprio país. Da mesma

forma, a Hypnea ou é exportada como matéria-prima ou recebe um

processamento prévio para ser utilizada na indústria de carragenana; nesse

caso particular, a biomassa consiste em algas arribadas nas praias (VEDOTTI;

ROLLEMBERG, 2004).

As algas são de interesse nutricional, pois apresentam características

importantes como baixo valor calórico, sendo ricas em vitaminas (A, B, C e E),

minerais (cálcio, magnésio, fósforo, potássio, sódio, ferro e iodo) e fibras

dietárias (ITO; HORI, 1989). Geralmente o conteúdo de lipídio é baixo

contribuindo com 1 a 5% do peso seco, além de apresentar ácidos graxos

poliinsaturados, principalmente das séries ω-3 e ω-6, os quais desempenham

importante papel na prevenção de doenças cardiovasculares, osteoartrites e

diabetes (BURTIN, 2003). Na alga vermelha Gracilaria changgi, o teor de

lipídios é superior àqueles em alguns vegetais normalmente consumidos pelo

homem, com exceção da soja, e 74% dos ácidos graxos presentes são

insaturados com predominância da série ômega (NORZIAH; CHIANG, 2000).

Ao lado dos ácidos graxos, na fração não saponificável, encontram-se os

carotenóides como β-caroteno, luteína, violaxantina, dentre outros, os

tocoferóis, os esteróis e os terpenóides (MABEAU; FLEURENCE, 1993).

Nas algas verdes e pardas, os níveis de vitamina C variam de 500 a

3.000 mg kg

-1

peso seco, ao passo que nas vermelhas a variação é de 100 a

800 mg kg

-1

peso seco (BURTIN, 2003). Na alga verde Monostroma undulatum,

esse teor variou de 159 a 455 g 100 g

-1

(RISSO et al., 2003), e em G. changgi,

o conteúdo foi igual a 285 mg kg

-1

, comparável àqueles encontrados em alface

e tomate (NORZIAH; CHIANG, 2000). Com relação à quantidade de tocoferóis,

as algas pardas são as melhores fontes; por exemplo, Ascophyllum sp e Fucus

sp apresentam teores entre 200 e 600 mg kg

-1

peso seco (BURTIN, 2003).

Minerais tais como cálcio, ferro, zinco, cobre e cádmio foram detectados

em G. changgi, sendo considerada uma rica fonte dos dois primeiros, com teor

de cinza, em base úmida, de 22,7 ± 0,6% (NORZIAH; CHIANG, 2000).

Entretanto, a fração mineral pode responder por até 36% da matéria seca

(BURTIN, 2003).

As fibras dietárias das algas diferem daquelas encontradas nas plantas

terrestres em relação a sua composição, estrutura química, propriedades físico-

químicas e efeitos biológicos. Essas fibras são freqüentemente incluídas em

dietas, exibindo elevado potencial na prevenção de doenças (URBANO; GOÑI,

2002). O conteúdo total de fibras dietárias em Fucus vesiculosus, Laminaria

digitata, Undaria pinnatifida, Chondrus crispus e Porphyra tenera varia de

33,6% a 50%, dos quais 19,6% a 64,9% pertencem à fração solúvel (MABEAU;

FLEURENCE, 1993; RUPÉREZ; SARA-CALIXTO, 2001; BURTIN, 2003). O

teor de fibras solúveis na alga marinha verde Ulva fasciata foi igual a 34,5% do

peso seco (SOUSA, 2000) e na alga G. changgi, 24,7 ± 0,7% em base úmida

(NORZIAH; CHIANG, 2000).

O teor de proteínas nas algas pardas varia de 5% a 15% peso seco,

enquanto que nas verdes e vermelhas, os conteúdos estão entre 10% e 30%

do peso seco (MABEAU; FLEURENCE, 1993; WONG; CHEUNG, 2001;

BURTIN, 2003; MCDERMID; STUERCKE, 2003). Entretanto, duas espécies de

algas vermelhas, Porphyra tenera e Palmaria palmata, apresentam conteúdos

de proteína superiores e iguais a 47% e 35%, respectivamente (FLEURENCE,

1999). Norziah; Chiang (2000) encontraram 6,9% de proteína, em base úmida,

em G. changii. Esse teor foi inferior ao da soja, porém sempre maior do que os

outros vegetais estudados. Além disso, todos os aminoácidos essenciais e seis

não essenciais foram encontrados. O teor de proteína em Palmaria palmata foi

avaliado mensalmente, tendo variado de 9,7% a 25,5% do peso seco. Houve

uma clara variação sazonal no perfil protéico, com valores máximos ocorrendo

no período inverno-primavera e mínimos, no verão-outono (GALLAND-

IRMOULI et al., 1999). Marinho-Soriano et al. (2006) estudaram a variação

sazonal na composição química da rodofícea Gracilaria cervicornis e da

feofícea Sargassum vulgare e concluíram que os conteúdos de proteínas,

carboidratos, lipídios e fibras são influenciados pelos parâmetros ambientais.

A composição química da alga marinha verde Monostroma undulatum foi

analisada por Risso et al. (2003), que observaram uma importante flutuação

nos conteúdos dos nutrientes e sugerem que essa variação seja observada

quando a alga for utilizada para consumo humano.

Apesar das algas serem consideradas boas fontes de vitaminas, sais

minerais, fibras, lipídios e proteínas, esses conteúdos variam de acordo com a

espécie, estação do ano, condições ambientais, frescor e métodos de

conservação (GUNSTHEIMER; JAHREIS, 1998; MABEAU; FLEURENCE,

1993; GALLAND-IRMOULI et al., 1999; MARINHO-SORIANO et al., 2006).

2.2. Carotenóides

Os carotenóides consistem em um grupo de pigmentos naturais

com mais de setecentos diferentes compostos já caracterizados (HORNERO-

MÉNDEZ; BRITTON, 2002), dos quais entre cinqüenta e sessenta têm

atividade de vitamina A, sendo o β-caroteno, o de maior destaque (OLSON,

1993; OLSON; KRINSKY, 1995; MELÉNDEZ-MARTÍNEZ et al., 2004). São

responsáveis pela coloração vermelha, laranja e amarela das folhas, frutas e

flores das plantas, de alguns pássaros, insetos, peixes e crustáceos, que os

incorporam através de suas dietas, tendo em vista que somente as plantas

superiores, bactérias, fungos e algas são capazes de sintetizar os pigmentos

carotenóides (MAYNE, 1996; MELÉNDEZ-MARTÍNEZ et al., 2004; TAPIERO et

al., 2004, BHOSALE; BERNSTEIN, 2007; RAO; RAO, 2007). Esses compostos

são produzidos predominantemente nos tecidos fotossintéticos de plantas e

algas (BRITTON et al., 1995), tendo as hortaliças e as frutas como as principais

fontes alimentares desses compostos (RONCADA, 2000). Estima-se que a

produção de carotenóides na natureza seja superior a 100 milhões de

toneladas, com a maior parte dessa produção sendo representada pela

fucoxantina das algas pardas (MELÉNDEZ-MARTÍNEZ et al., 2004).

Nos vegetais, os carotenóides são encontrados nos plastídios formando

um complexo pigmento-proteína e atuam como pigmentos acessórios da

fotossíntese e na proteção contra a fotoxidação (BARTLEY; SCOLNIK, 1995).

Nos animais, entretanto, eles são encontrados em quase todos os tecidos,

principalmente no fígado e no tecido adiposo (OLSON, 1994).

A distribuição dos carotenóides entre os diferentes grupos de plantas

não segue um padrão único (MELÉNDEZ-MARTÍNEZ et al., 2004) e sua

composição é afetada por fatores como variedade, grau de maturação, clima,

tipo de solo, condições de cultivo e área geográfica de produção, condições de

colheita, processamento e armazenamento (CAMPOS; ROSADO, 2005).

Os carotenóides encontrados em algas marinhas apresentam

distribuição diferenciada. As clorófitas normalmente contêm α-caroteno,

β-caroteno e comumente luteína, zeaxantina, anteraxantina, violaxantina e

neoxantina derivados do β-caroteno. As rodófitas normalmente contêm

α-caroteno e β-caroteno, assim como seus derivados hidroxilados, luteína e

zeaxantina, respectivamente. As feófitas apresentam fucoxantina como

principal pigmento, mas também β-caroteno e violaxantina (LIAAEN-JENSEN,

1977; ROWAN, 1989; HAUGAN; LIAAEN-JENSEN, 1994). Outros carotenóides

de ocorrência menos freqüentes também estão apresentados na Tabela 1.

Tabela 1 Distribuição dos carotenóides em algas marinhas (LIAAEN-

JENSEN, 1977; ROWAN, 1989).

Carotenóides

Divisão

Comuns Ocasionais Outros

β-Caroteno γ-Caroteno

Equinenona

α-Caroteno

Luteína

ε-Caroteno

β-Criptoxantina

4’-Hidroxi-equinenona

Cantaxantina

Zeaxantina

Anteraxantina

α-Criptoxantina 5’,6’ epóxido

Luteína epóxido

3-Hidroxi- cantaxantina

Astaxantina

Violaxantina

Neoxantina

Loroxantina

β,β-Caroteno-2-ol

β,β-Caroteno-2,2’-diol

β,ε-Caroteno-2-ol

Sifonaxantina

Chlorophyta

Sifoneína

β-Caroteno β-Criptoxantina

α-Caroteno α-Criptoxantina

Luteína Anteraxantina

Zeaxantina Violaxantina

Auroxantina

Aurocromo

Neoxantina

Fucoxantina

Rhodophyta

Taraxantina

β-Caroteno

ε-Caroteno

Violaxantina Zeaxantina

Fucoxantina Anteraxantina

Phaeophyta

Diatoxantina

Nas algas, a principal função dos carotenóides é absorver luz e transferir

essa energia luminosa para a clorofila a. Entretanto, quando as algas são

expostas a elevadas quantidades de luz, os carotenóides atuam na

fotoproteção dos cloroplastos, na extinção de espécies de oxigênio reativo e na

absorção e dispersão do excesso de energia (SZE, 1997).

2.2.1. Estrutura química dos carotenóides

A estrutura única dos carotenóides propicia um notável potencial

biológico na proteção dos tecidos contra os danos oxidativos e fotoxidativos

através da extinção de radicais livres e espécies de oxigênio reativo, que são

produzidos como resultado de processos metabólicos e patológicos (BRITTON,

1995; DEMBINSKA-KIEC, 2005). São benéficos à saúde humana,

particularmente contra os males relacionados ao envelhecimento, algumas

doenças degenerativas, certos tipos de câncer, doenças cardiovasculares e

catarata (OLSON; KRINSKY, 1995; MAYNE, 1996; RONCADA, 2000;

MELÉNDEZ-MARTÍNEZ et al., 2004). A diversidade biológica, a função e a

ação dos carotenóides são determinadas por suas propriedades físicas e

químicas (KRINSKY, 1994; BRITTON, 1995).

Os carotenóides são compostos terpenóides formados pela

condensação de oito unidades de isopreno (BARTLEY; SCOLNIK, 1995),

originando um esqueleto de quarenta átomos de carbono sintetizado pela

ligação cauda-a-cauda de duas moléculas de geranil que possuem vinte

átomos de carbono cada. As extremidades das moléculas dos carotenóides

podem ser lineares ou apresentar grupamentos cíclicos, como ciclohexanos ou

ciclopentanos (OLIVER; PALOU, 2000). Quando a cadeia central apresenta um

grupamento final cíclico, este pode ser substituído por grupos funcionais

contendo oxigênio (ROJAS-HIDALGO; OLMEDILLA, 1993; TAPIERO et al.,

2004; STAHL; SIES, 2005; BHOSALE; BERNSTEIN, 2007). α-Caroteno,

β-caroteno e licopeno são os principais constituintes do grupo dos carotenos.

Zeaxantina, luteína, α-criptoxantina, β-criptoxantina e cantaxantina são as

xantofilas mais importantes (STAHL; SIES, 2005).

A estrutura básica da molécula dos carotenóides inclui um sistema de

duplas ligações conjugadas, que lhes confere capacidade de absorver luz no

espectro visível (400 a 700 nm), grande susceptibilidade à degradação

oxidativa e isomerização geométrica ocasionada pela luz, calor e ácidos

(BRITTON et al., 1995; STAHL; SIES, 2003, AMBRÓSIO et al., 2006).

O número de duplas ligações (sete ou mais) confere à molécula dos

carotenóides várias configurações cis e trans, mas a forma all-trans predomina

na natureza (STAHL; SIES, 2003; RAO; RAO, 2007). O β-caroteno, por

exemplo, com nove duplas ligações conjugadas em sua cadeia poliênica pode,

teoricamente, formar 272 estereoisômeros, enquanto seu isômero assimétrico,

α-caroteno pode formar 512 (OLSON; KRINSKY, 1995). A estrutura básica e o

esquema de numeração normalmente utilizado para carotenóides estão

ilustrados na Figura 2A. A ciclização de uma ou ambas as extremidades da

molécula, a combinação dos grupos funcionais finais, a adição de grupos

funcionais contendo oxigênio e a mudança no nível de hidrogenação modificam

o esqueleto carbônico dando origem a sete grupos terminais diferentes (Figura

2B), possibilitando uma ampla diversidade estrutural dos carotenóides

(BRITTON, 1995; OLIVER; PALOU, 2000, RAO; RAO, 2007).

Figura 2. Estrutura e sistema de numeração dos carotenóides (BRITTON,

1995).

(A) Carotenóide acíclico (licopeno) e carotenóide dicíclico (β-caroteno); e

(B) Sete grupos terminais de diferentes carotenóides naturais.

As estruturas dos carotenóides de ocorrência mais comum nas algas e

quantitativamente importantes estão apresentadas na Figura 3 (ROWAN,

1989).

Figura 3. Estruturas dos carotenóides de ocorrência mais comum nas algas

e quantitativamente importantes (ROWAN, 1989).

2.2.2. Carotenóides provitamina A

Os carotenóides também podem ser divididos em compostos com

atividade de vitamina (provitamina A) e sem atividade de vitamina A (OLSON;

KRINSKY, 1995).

A capacidade dos carotenóides para atuarem como vitamina A depende

de sua conversão em retinol, assim como da presença do anel β-ionona

insubstituível (RONCADA, 2000; MELÉNDEZ-MARTÍNEZ et al., 2004;

AMBRÓSIO et al., 2006). Por isso menos de 10% dos carotenóides

encontrados na natureza são precursores de vitamina A. β-Caroteno,

α-caroteno, γ-caroteno e β-criptoxantina possuem atividade de vitamina A,

porém o β-caroteno é o que apresenta maior atividade biológica (RONCADA,

2000, AMBRÓSIO et al., 2006), sendo a principal fonte de vitamina A para

muitos animais e humanos (BRITTON et al., 1995).

O termo vitamina A é genérico e se refere a todos os retinóides com

atividade biológica de vitamina A, que têm importante participação no processo

visual, no crescimento e na reprodução (OLSON, 1993; RONCADA, 2000;

CAMPOS; ROSADO, 2005). Em suas várias formas, funciona como hormônio e

como pigmento visual do olho dos vertebrados (NELSON; COX, 2006).

Quimicamente, os retinóides são compostos por três domínios

estruturais distintos: um anel β-ionona, uma cauda isoprenóide e um grupo

terminal polar com estado de oxidação variável: hidroxila nos retinóis, aldeído

nos retinais e carboxila nos ácidos retinóicos, todos ativos no organismo. O

retinol é um álcool cíclico insaturado, formado por vinte átomos de carbono

unidos por cinco ligações duplas conjugadas, que é responsável pelo

transporte e armazenamento da vitamina. O retinaldeído está relacionado no

ciclo visual, sendo o pigmento dos cones e bastonetes presentes nas células

da retina que iniciam o processo visual de resposta à luz pela produção de um

sinal neuronial enviado pelo cérebro. O retinol e o retinaldeído estão envolvidos

na reprodução, enquanto o ácido retinóico possui atividade parcial de vitamina

A, sendo a forma ativa na diferenciação celular. Ele atua por meio de proteínas

receptoras presentes no núcleo celular e regula a expressão gênica para o

desenvolvimento de tecidos epiteliais, incluindo a pele, não participando da

visão ou da reprodução (NOY, 2000; RONCADA, 2000; MELÉNDEZ-

MARTÍNEZ et al., 2004; NELSON; COX, 2006).

O β-caroteno é convertido a retinal através da ação da enzima 15-15’

β-caroteno dioxidase, a qual requer um detergente, oxigênio molecular e

grupos sulfidrilas livres. A clivagem enzimática dos carotenóides ocorre

principalmente na mucosa intestinal, embora a enzima possa atuar em outros

tecidos, como o fígado. A clivagem central divide o β-caroteno na dupla ligação

central (15-15’) e o produto resultante é o retinal, que pode ser convertido

reversivelmente a retinol e irreversivelmente a ácido retinóico. Na clivagem

assimétrica são formados β-apocarotenóides, que podem ser convertidos a

retinal, como demonstrado na Figura 4 (AMBRÓSIO et al., 2006).

Figura 4.

Clivagem simétrica e assimétrica do β-caroteno para produção de

retinal, retinol e ácido retinóico (AMBRÓSIO et al., 2006).

2.2.3. Deficiência de vitamina A

A deficiência de vitamina A provoca vários sintomas no homem,

incluindo desidratação da pele, olhos e mucosas, atraso no desenvolvimento e

crescimento e cegueira noturna, considerada um sintoma precoce da carência

dessa vitamina (NELSON; COX, 2006).

Essa deficiência é considerada um problema de saúde pública em mais

da metade dos países, especialmente os pobres situados na África e Sudeste

da Ásia, afetando severamente crianças e mulheres gestantes. Segundo a

Organização Mundial de Saúde, estima-se que entre 140 e 250 milhões de

crianças menores de cinco anos de idade são afetadas pela deficiência de

vitamina A e estão sujeitas a um grande risco de ficarem cegas, contraírem

várias infecções, especialmente sarampo e diarréia, e até mesmo morrerem

(WHO, 2000).

Apesar de alguns carotenóides serem precursores da vitamina A, eles

não são considerados micronutrientes essenciais e não existe uma ingestão

diária recomendada (IDR) específica para eles. Contudo, no cômputo geral da

atividade de vitamina A dos alimentos, expressa em retinol equivalente (RE),

eles são levados em consideração (ROJAS-HIDALGO; OLMEDILLA, 1993;

BRITTON, 1995; RONCADA, 2000).

Segundo a Resolução de Diretoria Colegiada (RDC) N

269, de 22 de

setembro de 2005, da Agência Nacional de Vigilância Sanitária, do Ministério

da Saúde (BRASIL, 2005), que trata da IDR de vitaminas, minerais e proteínas

para indivíduos e diferentes grupos populacionais, a IDR de vitamina A consiste

em 600 μg de RE para adultos. Cada 1 μg de β-caroteno corresponde a 0,167

μg de RE e cada 1 μg de outros carotenóides provitamina A, a 0,084 μg de RE.

Os alimentos podem ser considerados como fontes excelentes ou úteis

de um determinado nutriente. Para que um alimento seja considerado uma

fonte excelente de vitamina A, por exemplo, a ingestão de uma porção razoável

desse alimento deve fornecer

da IDR. Quando a ingestão de uma porção

razoável for responsável por

da IDR, o alimento pode ser considerado uma

fonte útil (RICHARDSON, 1993).

2.2.4. Absorção e Transporte dos carotenóides pelo organismo

Os seres humanos absorvem quantidades substanciais de carotenóides

provenientes de suas dietas, provavelmente muitos miligramas por dia

(HANDELMAN, 2001), porém os carotenóides são biologicamente menos

disponíveis do que a vitamina A, talvez por causa de sua estrutura e

organização dentro da célula, requerimento específico por sais biliares durante

a absorção e baixa taxa de clivagem em vitamina A no intestino e outros

tecidos (OLSON, 1991). Aproximadamente 5% dos carotenóides totais de um

alimento são absorvidos pelo intestino e 50% ou mais são absorvidos por

soluções micelares (OLSON, 1994). A absorção dos carotenóides provitamina

A varia de 20% a 50%, enquanto a da vitamina A pré-formada gira em torno de

70% a 90% (MOURÃO et al., 2005).

Depois de ingeridos, os carotenóides são incorporados em micelas

mistas constituídas de ácido biliares, ácidos graxos livres, monoglicerídios e

fosfolipídios. A absorção ocorre sem clivagem e, em carotenóides como

β-caroteno e criptoxantina, que são parcialmente convertidos a retinal, a

hidrólise acontece no interior da célula intestinal. Posteriormente o retinal é

convertido a retinol e transportado por meio dos vasos linfáticos ao fígado pelos

quilomícrons, na forma de ésteres de retinol (AMBRÓSIO et al., 2006; RAO;

RAO, 2007).

Existem vários fatores que afetam a absorção dos carotenóides pelo

organismo, como por exemplo, tipo ingerido, ligações moleculares, quantidade

na dieta, matriz em que se encontra, presença de fatores inibidores ou

facilitadores da absorção, estado nutricional do indivíduo, fatores genéticos e

interação entre essas variáveis (VAN HET HOF et al., 2000; MELÉNDEZ-

MARTÍNEZ et al., 2004).

De acordo com Campos; Rosado (2005), dentre os fatores que

influenciam a biodisponibilidade dos carotenóides, os mais estudados têm sido

aqueles relacionados à dieta. O principal deles é o tipo de alimento em que os

carotenóides estão presentes, isso porque esses pigmentos têm distribuição

diferenciada nos vegetais, podendo ocupar diferentes locais em uma mesma

planta ou em plantas diferentes. A presença de fibras também pode interferir na

sua biodisponibilidade. O processamento e a homogeneização mecânica dos

alimentos que reduzem o tamanho das partículas podem elevar a

biodisponibilidade dos carotenóides. O tratamento térmico em alimentos de

origem vegetal também pode aumentar sua biodisponibilidade, uma vez que o

calor promove uma desnaturação mais eficiente dos complexos pigmento-

proteína, nos quais os carotenóides estão ligados, embora a intensidade e a

duração do tratamento possam promover a isomerização da forma trans para a

cis, sendo essa última menos biodisponível. O consumo de lipídios é

importante para a absorção dos carotenóides, uma vez que esses compostos

são absorvidos de forma semelhante aos demais lipídios da dieta. Além desses

fatores relacionados diretamente a dieta, a presença de parasitas intestinais

pode diminuir sua absorção. Sabe-se ainda que quanto maior o estoque de

vitamina A, menor será a taxa de conversão dos carotenóides.

2.3. Vitamina E

Vitamina E é o termo genérico atribuído a um grupo de oito substâncias

encontradas na natureza, com graus variados de atividade vitamínica, fazendo

parte duas séries de compostos: tocoferóis e tocotrienóis, cada uma com

quatro formas diferentes (α, β, γ e δ). De todos os compostos, o α-tocoferol é o

que apresenta maior atividade biológica e o mais facilmente encontrado em

fontes naturais (MACHLIN, 1991; RONCADA, 2000). As atividades vitamínicas

relativas de α-, β-, γ- e δ-tocoferol são 100%, 50%, 10% e 3%, respectivamente

(GRUSAK; DELLAPENNA, 1999).

A vitamina E tem localização única na membrana (MACHLIN, 1991),

sendo encontrada predominantemente na bicamada lipídica das membranas

celulares e na monocamada lipídica das lipoproteínas plasmáticas

(MARZZOCO; TORRES, 2007), fazendo parte da matéria não saponificada e

podendo ocorrer junto com fosfolipídios, carotenóides, clorofilas e álcool

triterpenol (GÓMEZ-CORONADO et al., 2004). É vital para o funcionamento

dos plastídios (DELLAPENNA, 2005) e para a manutenção da integridade das

membranas (MUNNÉ-BOSCH; ALEGRE, 2002), protegendo os ácidos graxos

das membranas fotossintéticas contra os danos do estresse oxidativo (MAEDA;

DELLAPENNA, 2007).

A vitamina E é sintetizada apenas pelas plantas e outros organismos

fotossintetizante, incluindo as algas (BRAMLEY et al., 2000; DELLAPENNA,

2005; MAEDA; DELLAPENNA, 2007). A biossíntese dos tocoferóis (Figura 5)

ocorre através da condensação do ácido homogentísico, derivado da via

siquimato, com o fitil pirofosfato (fitil-PP), derivado da via não-mevalonato,

através da ação da enzima homogentisato preniltransferase (HPT). Essa

reação produz o 2-metil-6-fitilhidroquinona, intermediário e precursor comum na

síntese de todos os tocoferóis. Reações posteriores de ciclização e metilação

do anel resultam na formação dos quatros principais derivados do tocoferol. É

provável que a formação de γ- e δ-tocoferol ocorra via uma ciclase comum.

Similarmente, a reação final de metilação, catalisada pela mesma enzima

metiltransferase (γ-TMT), resulta na formação de α- e β-tocoferol (HOFIUS;

SONNEWALD, 2003; SEN et al., 2007).

Via siquimato

Tirosina

Hidroxifenilpiruvato

Ácido homogentísico Fitil-PP

GGPP

IPPDMPP

Via não-mevalonato

2-Metil-6-fitilhidroquinina

2,3-Dimetil-5-fitilhidroquinina

Ciclase

HPT

Via siquimato

Tirosina

Hidroxifenilpiruvato

Ácido homogentísico Fitil-PP

GGPP

IPPDMPP

Via não-mevalonato

2-Metil-6-fitilhidroquinina

2,3-Dimetil-5-fitilhidroquinina

Ciclase

HPT

Figura 5 Biossíntese da vitamina E. O quadro azul destaca os quatro

tocoferóis naturais em plantas (HOFIUS; SONNEWALD, 2003).

DMPP, dimetilalil pirofosfato; GGPP, geranilgeranil pirofosfato; fitil-PP, fitil

pirofosfato; HPT, homogentisato fitiltransferase; IPP, isopentenil pirofosfato;

MT, 2-metil-6-fitilhidroquinona metiltransferase; γ-TMT, γ-tocoferol

metiltransferase.

-Tocoferol

Apesar das diferenças estruturais, tocoferóis e tocotrienóis são

produzidos pela mesma rota biossintética, embora o conteúdo total e a

composição variem amplamente no tecido vegetal, principalmente com relação

ao estágio de desenvolvimento da planta (BRAMLEY et al., 2000;

DELLAPENNA, 2005).

Nos cloroplastos das folhas das plantas superiores, a vitamina E ocorre

principalmente como α-tocoferol, enquanto os tocotrienóis são mais

abundantes nas sementes. Nos vegetais, sua função é proteger o aparato

fotossintético contra a toxicidade do oxigênio e a peroxidação dos lipídios

(BRAMLEY et al., 2000; MUNNÉ-BOSCH; ALEGRE, 2002).

Nos alimentos, as fontes mais ricas de vitamina E são os óleos vegetais,

e seus produtos derivados (GRUSAK; DELLAPENNA, 1999; BRAMLEY et al.,

2000, RIGOTTI, 2007, SCHWARTZ et al., 2007), entretanto as folhas verdes

dos vegetais, amêndoas e grãos também contribuem com uma significativa

quantidade desse nutriente (RIGOTTI, 2007). Nos alimentos de origem animal

o teor de α-tocoferol é menor (RONCADA, 2000).

A vitamina E é termoestável na ausência de oxigênio, mas se oxida

lentamente por ação do oxigênio atmosférico, ação essa acelerada pela

exposição à luz, calor, álcalis, gorduras rançosas e presença de íons metálicos.

A perda de tocoferol é natural e mínima durante o armazenamento dos óleos

vegetais, mas se torna apreciável durante a cocção (MACHLIN, 1991;

BRAMLEY et al., 2000; RONCADA, 2000). Os alimentos submetidos a

processamentos, domésticos ou industriais, tais como floculação, cocção,

refinamento, clareamento, esterilização entre outros, podem apresentar

alterações em seus conteúdos de vitamina E (BRAMLEY et al., 2000).

2.3.1. Estrutura química da vitamina E

Todos os compostos com atividade de vitamina E têm em sua estrutura

um anel 6-cromanol e uma cadeia lateral (MACHLIN, 1991; REITER et al.,

2007). O anel cromanol possui um grupo hidroxila, importante tanto para a

função biológica desempenhada pela vitamina, como para a esterificação

dessa vitamina com ácido acético, formando acetato de α-tocoferila, que é uma

forma ativa da vitamina E (RONCADA, 2000). Os tocoferóis ou tocóis têm uma

cadeia lateral fitol, e os tocotrienóis ou trienóis têm uma estrutura similar, com

duplas ligações nas posições 3’, 7’ e 11’ da cadeia lateral (MACHLIN, 1991).

Todos os isômeros do tocoferol e do tocotrienol são diferenciados pelo número

e posição do grupo metil no anel cromanol (Figura 6) (MACHLIN, 1991;

RONCADA, 2000).

Tocoferol / tocotrienol R

α-

β-

H CH

γ-

δ-

H H

Figura 6. Estruturas químicas do tocoferol e tocotrienol (CERQUEIRA et al.,

2007).

A formação desses oito isômeros só é possível, pois o tocol possui três

carbonos assimétricos, especificamente na posição 2 do anel cromanol e nas

posições 4’ e 8’ da cadeia lateral (MACHLIN, 1991; BRAMLEY et al., 2000;

REITER et al., 2007).

2.3.2. Atividade biológica da vitamina E

A vitamina E desempenha um importante papel no organismo, sendo o mais

efetivo antioxidante lipossolúvel encontrado na natureza. O α-tocoferol é a

forma mais ativa e amplamente distribuída nos tecidos e plasma, ajudando o

organismo a manter sua defesa normal contra doenças e injúrias ambientais,

por proteger as membranas celulares contra os danos causados por radicais

livres, que são espécies químicas altamente reativas pois possuem um ou mais

pares de elétrons desemparelhados, capazes de atacar proteínas, ácidos

nucléicos, fosfolipídios e outras macromoléculas celulares, resultantes da

peroxidação dos lipídios (BRAMLEY et al., 2000; SILVA; NAVES, 2001;

RIGOTTI, 2007; SILUK et al., 2007; TRABER; ATKINSON, 2007).

A propriedade antioxidante da vitamina E evita que os ácidos graxos

insaturados das membranas celulares se oxidem (MARZZOCO; TORRES,

2007), desempenhando importante papel na imunocompetência e na reparação

de tais estruturas, que estão associadas à inibição da carcinogênese

(RONCADA, 2000). “In vivo”, a atividade antioxidante dos tocoferóis contra a

oxidação lipídica apresenta uma gradação: α- > β- ≅ γ- > δ-. Assim, uma

molécula de cada isômero (α-, β-, γ- e δ-tocoferol) protege até 220, 120, 100 e

30 moléculas de ácido graxo poliinsaturado, respectivamente (GRUSAK;

DELLAPENNA, 1999).

Muitos trabalhos têm destacado o papel da vitamina E na prevenção de

doenças cardiovasculares, certos tipos de câncer, desordens neurológicas

(doenças de Parkinson e Alzheimer), catarata, degeneração macular

relacionada à idade, doenças inflamatórias, hipercolesterolemia, doença

fibrocística, anemia hemolítica, além de auxiliar na manutenção do sistema

imune e retardamento do envelhecimento (HERRERA; BARBAS, 2001;

BRAMLEY et al., 2000; BRIGELIUS-FLOHÉ et al., 2002; TRABER; ATKINSON,

2007). O risco de trombose em pacientes com diabetes tipo 2 é reduzido

quando o tratamento inclui suplementação com α-tocoferol, que serve de

terapia coadjuvante na prevenção de arteriosclerose (DEVERAJ et al., 2002).

Estudos em animais e humanos têm demonstrado que a vitamina E de fontes

naturais ou sintéticas tem significativo efeito fotoprotetor, quando aplicada

topicamente sobre a pele antes da exposição aos raios UVA e UVB (THIELE;

EKANAYAKE-MUDIYANSELAGE, 2007).

Embora seja um potente antioxidante, a vitamina E apresenta outras

propriedades relacionadas à prevenção da perda da espermatogênese e

reabsorção fetal em ratos e inibição da expressão de α-tropomiosina

(HERRERA; BARBAS, 2001).

2.3.3. Deficiência de vitamina E

Para que um indivíduo esteja com deficiência de vitamina E, os níveis

plasmáticos dessa vitamina devem estar abaixo de 0,5 mg/dL (MACHLIN,

1991). A deficiência pode causar disfunções neurológicas, miopatias e

atividade anormal das plaquetas e das hemáceas (MACHLIN, 1991;

BRIGELIUS-FLOHÉ; TRABER, 1999; RONCADA, 2000; TRABER; ATKINSON,

2007). Entretanto, o tecido afetado varia de espécie para espécie. Por exemplo,

em ratos ocorre atrofia dos testículos, em galinhas, lesões no sistema nervoso

central e em muitos outros animais, distrofia muscular e edema subcutâneo

(MACHLIN, 1991; ROCK et al., 1996; BRAMLEY at al., 2000).

Em humanos a deficiência de vitamina E está associada ao elevado

risco de arteriosclerose e outras doenças degenerativas e ainda, anemia

hemolítica, neuropatias e aumento da concentração de pentano no ar exalado

(BRIGELIUS-FLOHÉ; TRABER, 1999; BRAMLEY at al., 2000).

Os recém-nascidos apresentam relativa deficiência de vitamina E, e quanto

menor o bebê, maior será o grau da deficiência (MACHLIN, 1991). Em

prematuros ou bebês com baixo peso, a deficiência causa anemia hemolítica,

pelo fato de os ácidos graxos poliinsaturados das membranas dos eritrócitos

serem sensíveis à ação dos radicais livres (BRIGELIUS-FLOHÉ; TRABER,

1999; RONCADA, 2000). Porém os recém-nascidos que são alimentados com

leite materno logo após o nascimento, rapidamente obtêm os níveis

plasmáticos de tocoferol dos adultos (MACHLIN, 1991).

Segundo a Resolução de Diretoria Colegiada (RDC) N

269, de 22 de

setembro de 2005, da Agência Nacional de Vigilância Sanitária, do Ministério

da Saúde, que trata da IDR de vitaminas, minerais e proteínas para indivíduos

e diferentes grupos populacionais, a IDR de vitamina E (tocoferóis) consiste em

10 mg de α-tocoferol equivalente (α-TE) para adultos. É importante lembrar

que 1 mg de d-α-tocoferol corresponde a 1,49 U.I. (BRASIL, 2005).

Da mesma forma que ocorre com a vitamina A, os alimentos também

podem ser considerados fontes excelentes ou úteis com base no teor de

vitamina E.

2.3.4. Absorção e Transporte dos tocoferóis pelo organismo

No homem e em outras espécies, a absorção do tocoferol é incompleta.

Apenas 20% a 40% do α-tocoferol ingerido em doses fisiológicas é absorvido, e

esse percentual decresce com o aumento da dose (MACHLIN, 1991).

Após a ingestão, a vitamina E é emulsificada com os demais

componentes lipossolúveis dos alimentos formando pequenas partículas que,

espontaneamente, levam a formação de micelas mistas, as quais são

absorvidas nas bordas ciliadas das membranas da mucosa intestinal através

de difusão passiva. Já nas células da mucosa, os tocoferóis, juntamente com

os triglicerídios, fosfolipídios, colesterol e apolipoproteínas são reagrupados em

quilomícrons, ação realizada pelo complexo de Golgi (AZZI, STOCKER, 2000;

BRAMLEY et al., 2000; MOURÃO et al., 2005; RIGOTTI, 2007). Esses são

então armazenados na forma de grãos secretores que são excretados por

exocitose, sendo conduzidos do intestino para os vasos linfáticos de onde são

levados até a corrente sangüínea via ductos torácicos (NAKAMURA et al.,

1998; BRAMLEY et al., 2000).

Na corrente sangüínea, os quilomícrons são catabolizados pela ação da

lipase-lipoprotéica e, em seguida, os componentes excedentes são diretamente

transferidos para as lipoproteínas de alta densidade (HDL), as quais podem

permutar seu tocoferol recentemente adquirido com outras lipoproteínas

circulantes. A lipase-lipoprotéica age como uma proteína de transferência,

transferindo vitamina E para vários tecidos, inclusive pele, músculo e tecido

adiposo. Entretanto, a maior porção dos tocoferóis absorvidos permanece nos

quilomícrons remanescentes que são absorvidos pelas células parenquimáticas

do fígado (BRAMLEY et al., 2000). O fígado desempenha um importante papel

no lançamento do tocoferol na circulação sangüínea e, conseqüentemente, no

seu transporte aos tecidos periféricos. Essa função hepática depende da ação

da proteína transferidora de α-tocoferol (α-TTP), que preferencialmente se liga

ao α-tocoferol, porque é capaz de fazer distinção entre o número e a posição

do grupo metil no anel cromanol (HOSOMI et al., 1997; BRIGELIUS-FLOHÉ;

TRABER, 1999; BRAMLEY et al., 2000, RIGOTTI, 2007). As lipoproteínas são

as maiores, se não as únicas transportadoras de vitamina E no plasma

(RIGOTTI, 2007), sendo a afinidade do α-tocoferol e seus análogos

β-, γ- e δ-tocoferol iguais a 100%, 38%, 9% e 2%, respectivamente. Tal

afinidade é considerada um dos determinantes críticos de suas atividades

biológicas, podendo também determinar seus níveis séricos (HOSOMI et al.,

2000). Assim, embora, α- e γ-tocoferol sejam absorvidos e incorporados nos

quilomícrons em quantidades semelhantes, a maior parte do γ-tocoferol é

excretada na bile, enquanto o α-tocoferol é preferencialmente retido (HOSOMI

et al., 1997; BRAMLEY et al., 2000; RIGOTTI, 2007).

No fígado, os lipídios recém-absorvidos são incorporados nas

lipoproteínas de densidade muito baixa (VLDL), as quais são preferencialmente

enriquecidas com α-tocoferol através da ação da α-TTP. Essas proteínas são

lançadas na corrente sangüínea onde são catabolizadas pelas lipases-

lipoprotéicas. A maior parte das VLDL remanescentes retorna ao fígado onde

são convertidas em proteína de baixa densidade (LDL) (BRAMLEY et al., 2000,

SEN et al., 2007).

A taxa de consumo da vitamina E nos diferentes tecidos do organismo é

bastante variada, sendo mais rápida no pulmão, fígado, baço, rim e células

vermelhas do sangue, e mais lenta no cérebro, tecido adiposo e medula

espinhal. Assim, durante os períodos de baixo fluxo de vitamina E no

organismo, suas concentrações caem mais rapidamente no plasma e fígado do

que no tecido adiposo, cérebro, medula espinhal ou outros tecidos neurais

(BRAMLEY et al., 2000). Os maiores depósitos de vitamina E são os tecidos

adiposo, hepático e muscular (MACHLIN, 1991).

De acordo com Mourão et al. (2005), alguns fatores dietéticos têm sido

apontados como redutores da biodisponibilidade da vitamina E. Um aumento

na ingestão de lipídios insaturados, especialmente os ácidos graxos

poliinsaturados, acelera a depleção e aumenta os requerimentos de vitamina E

devido ao fato de esses lipídios estarem concentrados, preferencialmente, nas

membranas celulares, onde eles têm a capacidade de seqüestrar uma certa

quantidade dessa vitamina para manter sua estabilidade oxidativa. O alto

consumo de vitamina A, farelo de trigo e pectina, também têm sido apontado

como redutores da biodisponibilidade da vitamina E.

2.4. Cromatografia líquida de alta eficiência

A cromatografia é um processo físico-químico de separação em que os

componentes a serem separados se distribuem nas fases estacionária e móvel.

A fase estacionária pode ser um sólido ou um líquido disposto sobre um

suporte rígido com grande área superficial. A fase móvel pode ser gasosa,

líquida ou ainda um fluido supercrítico, que passa sobre a fase estacionária,

arrastando consigo os diversos componentes da mistura. A técnica

cromatográfica selecionada (papel, camada delgada, gasosa ou líquida de alta

eficiência) depende do material a ser isolado (PERES, 2002; CIOLA, 2003).

Na cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE) em fase reversa, os

constituintes a serem separados, presentes na amostra, são particionados

entre a fase estacionária de menor polaridade e a fase móvel de maior

polaridade, que percola através da primeira. Os resultados de separação são

tão eficientes que em menos de trinta anos, a CLAE passou a ser um dos

métodos analíticos mais utilizados para fins qualitativos e quantitativos, tendo

em vista as inúmeras vantagens, tais como: uso de fases móveis menos

tóxicas e de menor custo, como metanol e água; fases estacionárias estáveis

de muitos tipos diferentes; rápido equilíbrio da coluna após a mudança da fase

móvel; facilidade de empregar eluição por gradiente; maior rapidez em

análises, eficiência na separação e boa reprodutibilidade dos tempos de

retenção (TONHI et al., 2002).

O estudo do potencial biológico das macroalgas tem sido facilitado com

as técnicas de CLAE, que vêm sendo empregadas para a determinação de

pigmentos (clorofilas e carotenóides), vitaminas, tais como A, B, C e E,

presentes nesses organismos (PALERMO et al., 1991; SAKER-SAMPAIO,

1997; HEGAZI et al., 1998; SÁNCHEZ-MACHADO et al., 2002; SCHAGERL;

PICHLER, 2000; MACIEL DA SILVA, 2003; M

CDERMID; STUERCKE, 2003;

SOUSA, 2005; PIRES, 2006).

Diante do papel que as algas vem desempenhando no cotidiano humano

e com os avanços das técnicas cromatográficas que possibilitam o estudo de

inúmeros compostos presentes nesses organismos muitas pesquisas ainda são

necessárias para elucidar o verdadeiro potencial biológico das macroalgas

marinhas para que elas possam ser aproveitadas em suas máximas

potencialidades.

3. MATERIAL E MÉTODOS

3.1. Coleta das algas e Preparação do material

Cinco espécies de macroalgas marinhas pertencentes à divisão

Chlorophyta, família Caulerpaceae: Caulerpa sertularioides, C. prolifera, C.

cupressoides, C. mexicana e C. racemosa foram coletadas mensalmente, de

janeiro a dezembro de 2006, durante as marés baixas na Praia do Pacheco,

Caucaia-CE.

As algas coletadas foram lavadas em água corrente para remoção de

impurezas e epífitas macroscópicas sendo, em seguida, colocadas sobre papel

absorvente para drenar o excesso de água. Em seguida, elas foram divididas

em duas porções de aproximadamente 50 g cada. A primeira porção foi

embalada em sacos plásticos fechados e etiquetados e estocada a –20°C até o

momento das análises, e a segunda porção foi desidratada em estufa a 40°C

por 15 horas. Após a secagem, o material desidratado foi armazenado em

recipientes hermeticamente fechados e protegidos da luz até o momento das

análises.

As algas “in natura” foram cortadas manualmente em pequenos pedaços

e maceradas em gral de aço inoxidável com auxílio de nitrogênio líquido, e as

algas desidratadas foram trituradas em um triturador doméstico (Braun, modelo

KSM 2 B). Em ambos os casos, o material foi transformado em um pó fino

usado para a preparação dos extratos de alga “in natura” ou dos extratos de

alga desidratada, imediatamente antes da análise.

3.2. Reagentes

Os padrões comerciais, β-caroteno tipo I sintético aproximadamente

95% (C-9750) e (±)-α-tocoferol sintético aproximadamente 95% (T-3251), foram

obtidos da Sigma, Estados Unidos. Os solventes, metanol, n-hexano e

tetrahidrofurano, usados na preparação dos padrões e nas análises

cromatográficas foram grau HPLC, obtidos da J. T. Baker, Estados Unidos, e o

hidróxido de potássio foi obtido da Merck, Alemanha.

Todas as soluções foram preparadas utilizando-se água ultrapura, obtida

através do sistema Milli-Q (Millipore, Estados Unidos).

3.3. Preparação dos extratos, Saponificação e Partição

Os extratos foram preparados em triplicata. Três porções de 1,0 g de

alga “in natura” ou de 0,5 g de alga desidratada foram pesadas em tubos de

vidro graduados com tampa esmerilhada (20 x 150 mm) e 10 mL de metanol-

água (90:10, v/v) contendo 5% de hidróxido de potássio foram adicionados. Os

tubos foram homogeneizados e levados ao banho-maria (Thermomix

BM,

modelo 18 BU, B. Braun Biotech International) a 70°C por 30 minutos para

saponificação.

Depois de resfriados à temperatura ambiente, os extratos foram

centrifugados por 5 minutos a 2.000 x g. Após a centrifugação, 5 mL dos

extratos saponificados, 1,5 mL de água Milli-Q e 2,5 mL de n-hexano foram

transferidos para tubos Pyrex de tampa rosqueada (15 x 100 mm), os quais

foram misturados por 10 minutos usando-se uma plataforma misturadora. Esse

procedimento de partição permite a migração dos carotenóides não

saponificáveis e do α-tocoferol presentes no extrato da alga do metanol para o

n-hexano.

A separação das fases, metanol-hexano, foi facilitada por uma

centrifugação a 2.000 x g por 5 minutos. Um volume correspondente a 1 mL da

fase hexânica foi transferido para tubos de ensaio (10 x 75 mm), os quais foram

deixados sob corrente de ar em banho-maria a aproximadamente 60°C para

evaporação do solvente. O resíduo foi então suspenso em 1 mL de metanol e

filtrado em filtro de 0,45 μm no momento da análise por cromatografia líquida

de alta eficiência.

3.4. Soluções-padrão de β-caroteno e de α-tocoferol

Diariamente, uma solução-padrão de β-caroteno em tetrahidrofurano

(1 mg mL

-1

) foi preparada e diluída com metanol para 10 μg mL

-1

de modo que

0,5 μg de β-caroteno fosse injetado na coluna. A concentração da solução-

padrão de β-caroteno foi determinada a partir de sua absorbância em 450 nm,

sendo sua capacidade de absorção de luz igual a 0,2592 μg

-1

(SPECIFICATIONS AND CRITERIA FOR BIOCHEMICAL COMPOUNDS, 1972).

Da mesma forma, uma solução-padrão de α-tocoferol (1 mg mL

-1

) foi

preparada em tetrahidrofurano diariamente e diluída em metanol, de modo que

5 μg de α-tocoferol fossem injetados na coluna.

Uma solução-padrão de trabalho composta por β-caroteno (10 μg mL

-1

)

e α-tocoferol (100 μg mL

-1

) foi saponificada e submetida à partição

separadamente e em combinação com 1,0 g de alga “in natura” ou com 0,5 g

de alga desidratada. Esse procedimento assegurou a detecção de β-caroteno e

α-tocoferol onde eles eram adicionados intencionalmente.

3.5. Cromatografia líquida de alta eficiência em fase reversa

O sistema cromatográfico consistiu em uma coluna Waters Spherisorb-

Hichrom S5ODS-2 (4,6 x 250 mm) e uma fase móvel constituída de

metanol:tetrahidrofurano (90:10, v/v), com fluxo de 1,5 mL min

-1

, usando uma

bomba (AKTAbasic 10, modelo P-900, Amersham). Alíquotas de 100 μL do

resíduo suspenso em metanol foram injetadas manualmente usando um injetor

de amostras Rheodyne 7210 (Hamilton Co.). O monitor (AKTAbasic UV-900) foi

ajustado em 450 nm e em 292 nm para as leituras dos carotenóides e do

α-tocoferol, respectivamente. Os cromatogramas foram registrados através do

sistema de controle Unicorn

, versão 5.0.

3.6. Cálculo dos teores de α- e β-caroteno e de α-tocoferol

As concentrações de α- e β-caroteno nos extratos de alga foram

calculadas com base no padrão de 10 μg de β-caroteno submetido à

saponificação e à partição. Os cálculos foram procedidos usando-se a área do

pico obtido para a solução padrão de β-caroteno e as áreas dos picos

referentes ao α-caroteno ou ao β-caroteno nos extratos de alga. O uso do

β-caroteno como padrão para a quantificação de α-caroteno é considerado

válido porque as áreas dos picos correspondentes a 10 μg de α-caroteno e a

10 μg de β-caroteno não apresentam diferença estatisticamente significativa

(p ≥ 0,05) (SAKER-SAMPAIO, 1997).

A concentração de α-tocoferol nos extratos de alga foi calculada com

base no padrão de 100 μg de α-tocoferol processado. O cálculo foi procedido

usando-se a área do pico obtido para a solução padrão de α-tocoferol e a área

do pico referente ao α-tocoferol presente no extrato de alga.

A fórmula abaixo foi utilizada para os cálculos dos teores de α- e

β-caroteno e de α-tocoferol nos extratos preparados com alga “in natura”

(μg g

-1

peso fresco) ou com alga desidratada em estufa (μg g

-1

peso seco).

algag

colunanapadrãog

padrãoárea

amostraárea

×μ×=μ

−

Os teores de retinol equivalente (RE) e tocoferol equivalente (TE) foram

calculados com base nas transformações preconizadas na literatura (BRASIL,

2005), e usados para classificar as algas em fontes excelentes ou úteis de

acordo com a porção suficiente para fornecer

da IDR,

respectivamente.

Para efeito de comparação entre os conteúdos de cada um dos

compostos,

α- e β-caroteno e α-tocoferol, presentes nos extratos de alga “in

natura” com os de alga desidratada, considerou-se um teor de umidade de

80%. Com isso, foi possível determinar o percentual de perda nas algas

submetidas à secagem em estufa a 40°C por 15 horas.

3.7. Análises estatísticas

Os teores de α-caroteno, β-caroteno e α-tocoferol, observados nos doze

meses de coleta em cada uma das espécies estudadas sob a forma “in natura”

e desidratada em estufa a 40°C por 15 horas, foram submetidos a análise de

variância unifatorial para um nível de significância de 5%. Em caso de rejeição

da hipótese de nulidade, os dados foram submetidos ao teste de Tukey,

considerando o mesmo nível de significância (MENDES, 1999). O programa

BioEstat 4.0 foi utilizado nas análises.

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO

Experimentos prévios foram elaborados para desenvolver uma

metodologia de cromatografia líquida de alta eficiência (CLAE), usando sistema

isocrático com coluna de fase reversa C

, incluindo variações na composição

da fase móvel, tipos de coluna e diferentes velocidades de fluxo. A metodologia

desenvolvida no presente trabalho foi comprovadamente eficiente para separar

α- e β-caroteno e α-tocoferol simultaneamente em menos de 20 minutos.

A identificação e a quantificação dos compostos de interesse em cinco

espécies de algas pertencentes ao gênero Caulerpa (Caulerpa sertularioides,

C. prolifera, C. cupressoides, C. mexicana e C. racemosa) foram realizadas,

comparando-se os tempos de retenção das soluções-padrão de β-caroteno e

de α-tocoferol com o tempo de retenção dos mesmos compostos presentes nos

extratos de alga e através da co-cromatografia.

A identificação de compostos, feita através da comparação dos tempos

de retenção, é uma prática muito utilizada por vários pesquisadores em

diversos tipos de amostras, como por exemplo, alimentos, sangue e algas

(SOWELL et al., 1994; HEGAZI et al., 1998; SAKER-SAMPAIO, 1997;

NORZIAH, CHIANG, 2000; SCHIEBER et al., 2002, MACIEL DA SILVA, 2003,

SOUSA, 2005; PIRES, 2006).

4.1. Curvas padrão de β-caroteno e de α-tocoferol

A relação entre a área do pico e a quantidade de β-caroteno aplicado na

coluna foi estabelecida para o padrão de β-caroteno processado, ou seja,

submetido ao processo de saponificação e partição. Tendo em vista a

existência de correlação linear (r = 0,9977, p < 0,05) entre a área do pico e a

concentração de

β-caroteno processado, correspondendo a aproximadamente

0,1 a 1,0

μg na coluna (Figura 7), sua quantificação nos extratos de alga foi

possível.

0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0

100

y = 1,23 + 90,89 x

r = 0,9977 n = 6

Área do pico (mAU.min)

μg β-caroteno na coluna

Figura 7.

Curva padrão do β-caroteno (Sigma) submetido à saponificação e

partição.

Injeção de 0,1 a 1,0 μg em coluna Waters Spherisorb-Hichrom S5 ODS 2 (4,6 x

250 mm) com fase móvel constituída de MeOH:THF (90:10), fluxo 1,5 mL min

-1

detecção em 450 nm.

De forma idêntica, a relação entre a área do pico e a quantidade de

α-tocoferol aplicado na coluna foi estabelecida para o padrão de α-tocoferol

processado. A existência de correlação linear (r = 0,9994, p < 0,05) entre a

área do pico e a concentração de aproximadamente 2,0 a 20,0 μg de

α-tocoferol processado injetado na coluna (Figura 8) permitiu sua quantificação

nos extratos de alga.

0 5 10 15 20 25

y = -0,24 + 3,33 x

r = 0,9994 n = 7

Área do pico (mAU.min)

μg α-tocoferol na coluna

Figura 8.

Curva padrão do α-tocoferol (Sigma) submetido à saponificação e

partição.

Injeção de 2,0 a 20,0 μg em coluna Waters Spherisorb-Hichrom S5 ODS 2 (4,6 x

250 mm) com fase móvel constituída de MeOH:THF (90:10), fluxo 1,5 mL min

-1

detecção em 292 nm.

4.2. Carotenóides provitamina A

Com o sistema cromatográfico usado neste trabalho, o tempo de

retenção do padrão de

β-caroteno foi igual a 14,10 ± 0,57 min (n = 46). Um

cromatograma típico do padrão contendo 0,5

μg de β-caroteno está

apresentado na Figura 9. O tempo de retenção do composto identificado como

β-caroteno presente nos extratos de alga foi 14,01 ± 0,65 min (n = 300). Os

tempos de retenção do β-caroteno padrão e do composto presente nos extratos

de alga eluído em aproximadamente 14 minutos não apresentaram diferença

estatisticamente significativa (p ≥ 0,05).

A dificuldade de aquisição do padrão comercial de α-caroteno e o uso de

sistema cromatográfico semelhante, em que o α-caroteno foi eluído da coluna

imediatamente antes do β-caroteno (SAKER-SAMPAIO, 1997), fizeram com

que, neste trabalho, o composto eluído da coluna com tempo de retenção de

13,23 ± 0,61 min (n = 300) fosse considerado como

α-caroteno. Esse tempo de

retenção foi comparado com aquele referente ao do β-caroteno através do

teste t de Student não-pareado, havendo diferença estatisticamente

significativa entre eles (p < 0,05).

Figura 9.

Cromatograma típico de

β-caroteno (Sigma) submetido à

saponificação e partição.

Injeção de 0,5 μg em coluna Waters Spherisorb-Hichrom S5 ODS 2 (4,6 x 250

mm) com fase móvel constituída de MeOH:THF (90:10), fluxo 1,5 mL min

-1

detecção em 450 nm.

As cinco espécies de Caulerpa “in natura” analisadas no presente

trabalho apresentaram tanto α-caroteno quanto β-caroteno e a sua distribuição

mostrou diferença ao longo dos doze meses de coleta. Os maiores valores de

α- e de β-caroteno foram encontrados em C. prolifera e C. mexicana,

respectivamente. Esses resultados estão de acordo com aqueles obtidos por

Sousa (2005), com relação ao máximo de α-caroteno em C. prolifera, mas não

quanto ao teor de

β-caroteno, que foi mínimo em C. mexicana.

Em C. sertularioides, os teores de α-caroteno, em μg g

-1

peso fresco,

permaneceram entre 6,464 e 13,504, exceção feita ao mês de fevereiro,

quando o máximo de 30,027 ± 0,841 foi registrado (Figura 10A). Com relação

ao conteúdo de

β-caroteno, em μg g

-1

peso fresco, os valores máximos foram

encontrados em janeiro (11,723 ± 0,474) e fevereiro (8,359 ± 0,159), e nos

demais meses do ano a concentração ficou entre 2,113 e 3,628 (Figura 10B).

Em C. prolifera e em C. cupressoides, os teores de α- e β-caroteno, em

μg g

-1

peso fresco, foram máximos em setembro. Em C. prolifera o teor máximo

α-caroteno foi igual a 43,640 ± 1,720. Outros dois picos foram observados

em abril (24,357 ± 0,305) e julho (23,838 ± 1,107), e nos demais meses, as

concentrações variaram de 7,778 a 15,767 (Figura 11A). A concentração

máxima de

β-caroteno foi igual a 12,569 ± 0,560. Da mesma forma, em abril

(9,442 ± 0,924) e julho (5,575 ± 0,331), as quantidades foram superiores aos

demais meses (Figura 11B). Em C. cupressoides, nos meses de setembro e

março foram encontradas as maiores quantidades de α-caroteno, 30,941 ±

0,273 e 10,018 ± 0,395, respectivamente (Figura 12A) e também as de

β-caroteno, 15,294 ± 0,046 e 6,597 ± 0,891, respectivamente (Figura 12B).

O teor de α-caroteno em C. mexicana foi máximo em abril (12,943 ±

0,937

μg g

-1

peso fresco), exibindo também valores elevados em outubro,

novembro e janeiro (Figura 13A). A distribuição do

β-caroteno foi bastante

diferente, com valores inferiores a 5,682 em todos os meses do ano, com

exceção do máximo, 18,372 ± 0,679 μg g

-1

peso fresco, observado em janeiro

(Figura 13B).

Em C. racemosa, os teores de α-caroteno e de β-caroteno foram

máximos em junho e iguais, respectivamente, a 18,191 ± 0,517

μg g

-1

peso

fresco (Figura 14A) e 5,019 ± 0,197 μg g

-1

peso fresco (Figura 14B). O perfil

das variações de α- e β-caroteno foi semelhante ao longo do ano.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 1020304050

CV = 7,68%

6,464 e

7,160 d

7,781 d

8,251 d

8,390 d

8,541 d

8,748 d

8,797 d

11,150 c

11,725 b c

13,504 b

30,027 a

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20

2,113 d

2,170 d

2,393 d

2,401 d

2,546 d

2,633 d

2,653 d

2,735 d

3,314 c

3,628 c

8,359 b

11,723 a

CV = 5,56%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 10.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

sertularioides “in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de janeiro

a dezembro de 2006.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 1020304050

CV = 4,30%

7,778 f

8,523 f

10,779 e

11,160 e

11,309 e

12,980 d

13,124 d

13,769 d

15,767 c

23,838 b

24,357 b

43,640 a

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20

2,632 e

2,667 e

2,747 e

3,099 e

3,287 e

3,413 e

3,991 d e

4,464 d

4,558 c d

5,575 c

9,442 b

12,569 a

CV = 10,50%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 11.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa prolifera

“in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro

de 2006.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

01020304050

2,050 h

2,512 h

2,741 g h

2,815 g h

3,491 f g

3,544 f g

3,744 f

5,090 e

6,878 d

7,932 c

10,018 b

30,941 a

CV = 6,97%

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20

1,566 e

1,575 e

1,744 e

1,854 e

1,859 e

2,114 d e

2,542 d

2,195 d e

3,847 c

4,418 c

6,597 b

15,294 a

CV = 10,0%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 12.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

cupressoides “in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de janeiro

a dezembro de 2006.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 1020304050

2,985 g

4,390 f

4,404 f

5,091 f

5,347 e f

6,288 e

7,008 d e

7,725 d

8,904 c

9,938 b c

10,605 b

12,943 a

CV = 7,59%

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20

1,500 e

1,568 e

2,187 d

2,302 d

2,383 d

2,580 d

2,673 d

3,855 c

4,479 c

4,546 c

5,682 b

18,372 a

CV = 8,45%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 13.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa mexicana

“in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro

de 2006.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

01020304050

3,316 g

4,619 f

4,944 f

4,998 f

6,127 e

7,180 e

8,898 d

10,172 c d

11,068 c

11,423 c

13,241 b

18,191 a

CV = 6,42%

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20

1,398 e

1,428 e

1,561 e

1,654 e

1,800 e

2,446 d

2,697 c d

2,769 c d

3,083 c

3,121 c

3,764 b

5,019 a

CV = 8,83%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 14.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa racemosa

“in natura”, coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro

de 2006.

Os coeficientes de variação das médias mensais de α-caroteno variaram

de 4,30% a 7,68% e das de β-caroteno, de 5,56% a 10,90% (Figuras 10 a 14).

Com relação aos resultados acima, existem dois pontos interessantes a

serem abordados em seqüência. O primeiro diz respeito à variação sazonal,

que não obedeceu a um padrão único no gênero Caulerpa. Duas espécies

(C. prolifera e C. cupressoides) exibiram teores máximos de α- e β-caroteno em

setembro; em C. racemosa, os conteúdos máximos ocorreram em junho. Em

C. sertularioides e C. mexicana, a distribuição foi ainda mais variável, fevereiro

e janeiro e abril e janeiro, respectivamente para α-caroteno e β-caroteno.

O segundo ponto refere-se ao fato de que a literatura informa haver

predominância de β-caroteno nas algas verdes e que α-caroteno ocorre em

menor quantidade (HOEK et al., 1995). Neste trabalho, as cinco espécies de

Caulerpa “in natura” analisadas durante doze meses sempre apresentaram

teores de α-caroteno mais elevados, de 1,2 a 4,8 vezes, do que os de β-

caroteno, com exceção de C. mexicana no mês de janeiro. Resultados

semelhantes com espécies de Caulerpa coletadas em junho na Paria do

Guajiru, Trairi, Ceará, também foram descritos por Sousa (2005), cujos teores

de α-caroteno foram 1,2 a 4,5 vezes maiores do que os teores de β-caroteno.

Maciel da Silva (2003) também analisou quatro espécies de Caulerpa coletadas

na Praia do Pacheco, Caucaia, Ceará e, em todas elas, α-caroteno foi

detectado, porém a presença de β-caroteno só foi registrada em C. racemosa,

cujo teor foi 3,2 vezes menor do que α-caroteno. Duas espécies do gênero

Caulerpa coletadas na Paria do Guajiru, Trairi, Ceará também apresentaram

teores de α-caroteno superiores aos de β-caroteno (PIRES, 2006). Todas

essas evidências permitem que a seguinte suposição seja feita: no gênero

Caulerpa, α-caroteno predomina sobre β-caroteno. É importante ressaltar que

nas demais espécies de algas verdes não pertencentes ao gênero Caulerpa,

analisadas por Sousa (2005) e Pires (2006), os teores de β-caroteno foram

sempre maiores do que os de

α-caroteno, chegando a ser até 15 vezes

superiores.

A distribuição e o teor dos carotenóides nos vegetais, incluindo as algas,

dependem da espécie, estágio de maturação da planta, estágio do ciclo de

vida, método de cultivo, efeitos climáticos, manipulação na colheita e até

mesmo de partes da planta (HART; SCOTT, 1995).

Essas variações sazonais podem ser muito pronunciadas como aquelas

encontradas na alga verde comestível Monostroma undulatum da Patagônia

argentina (RISSO et al., 2003). MCDermid; Stuercke (2003) estudaram a

composição nutricional de espécies de macroalgas marinhas consumidas no

Havaí, e observaram variações nos teores de β-caroteno na mesma espécie

coletada em diferentes locais. Por exemplo, as clorófitas Ulva fasciata e

Codium reediae apresentaram diferenças de 2,6 e 1,3 vezes entre os dois

locais, respectivamente; e a rodófita Ahnfeltiopsis concinna, 2,5 vezes. Em

Palmaria palmata, coletada em Southsea, Inglaterra, em dois períodos

distintos, foi possível observar que no primeiro ano de coleta, houve uma clara

variação sazonal, com conteúdos similares de julho a fevereiro aumentando

drasticamente em março e então decaindo até o nível mais baixo que foi

detectado em junho. No segundo ano de coleta, entretanto, os maiores teores

foram observados em outubro e novembro (SAKER-SAMPAIO, 1997).

Alguns pesquisadores determinaram o conteúdo de pigmentos

carotenóides em algas “in natura”, mas expressaram os resultados em base

seca. Para efeito de comparação desses resultados com os do presente

trabalho, expressos em base úmida, o teor de umidade das algas foi

considerado 80%. Bjornland (1983) analisou os teores de α- e β-caroteno na

alga vermelha Antithamnion plumula “in natura” coletada em cinco diferentes

localidades, tendo encontrado variações de 0,14 a 0,41 mg g

-1

peso seco para

α-caroteno e de 0,09 a 0,22 mg g

-1

peso seco para β-caroteno.

Palermo et al. (1991) isolaram e caracterizaram oito carotenóides nas

algas vermelhas Corallina officinallis, C. elongata e Jania sp, sendo o

β-caroteno o carotenóide majoritário, com 18,4 mg 100 g

-1

peso seco (60,8%

do total), 12,2 mg 100 g

-1

peso seco (74,8% do total) e 20,9 mg 100 g

-1

peso

seco (53,3% do total), respectivamente. Esses valores foram mais elevados do

que os encontrados nas espécies de Caulerpa analisadas no presente trabalho.

As macroalgas verdes de água doce dos gêneros Chara e Nitella

exibiram β-caroteno em concentrações que variaram de 0,24 mg g

-1

peso seco

em C. hispida a 2,49 mg g

-1

peso seco em C. contraria (SCHAGERL;

PICHLER, 2000). Estes teores foram 3 e 27 vezes maiores do que o teor

máximo de β-caroteno o qual foi detectado em Caulerpa mexicana, porém

α-caroteno não foi detectado.

Os conteúdos de vitamina A (retinol equivalente - RE) e as porções para

que as cinco espécies de Caulerpa “in natura” analisadas neste trabalho sejam

consideradas fontes excelentes ou úteis estão apresentados na Tabela 2. O

menor conteúdo de RE foi observado em outubro em C. cupressoides (0,435 ±

0,076 μg g

-1

peso fresco) e o maior em setembro em C. prolifera (5,765 ±

0,238 μg g

-1

peso fresco). Com base na quantidade de RE (μg g

-1

peso fresco),

se fossem consumidas porções diárias de alga “in natura” de aproximadamente

52 g de C. prolifera (a mais rica) ou 689 g de C. cupressoides (a mais pobre),

elas seriam consideradas fontes excelentes. O consumo diário de porções de

17 g de C. prolifera ou 230 g de C. cupressoides forneceria

da IDR, o que

permitiria classificá-las como fontes úteis de vitamina A.

Segundo Sousa (2005), para que C. prolifera e C. mexicana fossem

consideradas fontes excelentes de vitamina A, seria necessária à ingestão de

33 g e 312 g, e para serem fontes úteis, as porções deveriam ser iguais a 11 g

e 104 g, respectivamente. Para algas vermelhas e pardas, as porções seriam

muito maiores, variando de 2.290 g a 6.618 g, respectivamente. De acordo com

Maciel da Silva (2003), 100 g de C. sertularioides, C. cupressoides,

C. racemosa ou C. mexicana “in natura” seriam capazes de fornecer 2,5%; 5%;

15% ou 36% da IDR de vitamina A, respectivamente.

Tabela 2. Teores de retinol equivalente e porções para que as espécies de Caulerpa analisadas “in natura” sejam consideradas

fontes excelentes ou úteis de vitamina A.

Caulerpa. sertularioides Caulerpa prolifera Caulerpa cupressoides Caulerpa mexicana Caulerpa racemosa

Mês

RE E U RE E U RE E U RE E U RE E U

Jan 3,092 ± 0,129 97 32 1,286 ± 0,065 233 78 0,597 ± 0,095 503 168 3,816 ± 0,165 79 26 0,517 ± 0,050 580 193

Fev 3,918 ± 0,097 77 26 1,112 ± 0,119 270 90 0,590 ± 0,048 509 170 1,598 ± 0,067 188 63 1,741 ± 0,099 172 57

Mar 1,178 ± 0,096 255 85 1,918 ± 0,129 156 52 1,943 ± 0,182 154 51 0,880 ± 0,095 341 114 0,649 ± 0,115 462 154

Abr 1,143 ± 0,066 263 88 3,623 ± 0,180 83 28 1,309 ± 0,073 229 76 1,846 ± 0,172 162 54 1,422 ± 0,070 211 70

Mai 1,053 ±0,080 285 95 1,351 ± 0,028 222 74 0,852 ± 0,072 352 117 1,035 ± 0,067 290 97 1,012 ± 0,068 297 99

Jun 0,964 ± 0,100 311 104 1,390 ± 0,117 216 72 0,606 ± 0,070 495 165 0,631 ± 0,071 476 159 2,366 ± 0,076 127 42

Jul 1,106 ± 0,105 271 90 2,933 ± 0,148 102 34 0,608 ± 0,051 493 164 0,913 ± 0,088 329 110 0,692 ± 0,065 434 145

Ago 1,591 ± 0,164 189 63 1,873 ± 0,068 160 53 0,603 ± 0,044 498 166 0,501 ± 0,129 599 200 0,815 ± 0,052 368 123

Set 0,896 ± 0,078 335 112 5,765 ± 0,238 52 17 5,153 ± 0,031 58 19 0,768 ± 0,048 391 130 0,653 ± 0,080 459 153

Out 1,490 ± 0,150 201 67 1,455 ± 0,137 206 69 0,435 ± 0,076 689 230 1,639 ± 0,062 183 61 1,451 ± 0,094 207 69

Nov 1,179 ± 0,141 255 85 1,757 ± 0,074 171 57 1,315 ± 0,127 228 76 1,479 ± 0,112 203 68 1,369 ± 0,026 219 73

Dez 1,150 ± 0,069 261 87 1,848 ± 0,144 162 54 0,472 ± 0,065 635 212 0,793 ± 0,069 378 126 1,198 ± 0,083 250 83

RE = Retinol equivalente (μg g

-1

peso fresco).

E = porções em g peso fresco para que as espécies sejam consideradas fontes excelentes de vitamina A.

U = porções em g peso fresco para que as espécies sejam consideradas fontes úteis de vitamina A.

Nas cinco espécies do gênero Caulerpa estudadas sob a forma

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas, a distribuição de α- e β-caroteno

também apresentou diferença ao longo dos doze meses de coleta, mas não

seguiu o mesmo padrão encontrado nas algas “in natura”. Comportamento

semelhante foi observado por Saker-Sampaio (1997) nos extratos da rodófita

Palmaria palmata, desidratada em estufa a 30°C e a 45°C e liofilizada, que

apresentaram distribuição ao longo do ano diferente daqueles da alga “in

natura”.

Em C. sertularioides os maiores conteúdos de α- e β-caroteno foram

detectados nos meses de abril (26,239 ± 0,984 μg g

-1

peso seco) (Figura 15A)

e fevereiro (14,032 ± 0,486 μg g

-1

peso seco) (Figura 15B), respectivamente.

Em C. prolifera, os teores de α- e β-caroteno foram máximos em março

e iguais a 43,919 ± 0,818 (Figura 16A) e 20,856 ± 1,497 μg g

-1

peso seco

(Figura 16B), respectivamente. Valores elevados também foram observados

nos meses de abril, maio e outubro.

Em C. cupressoides, os valores máximos de

α-caroteno ocorreram em

maio (11,301 ± 0,438

μg g

-1

peso seco) e setembro (10,757 ± 0,56 μg g

-1

peso

seco ) (Figura 17A), e os de β-caroteno, em fevereiro (8,347 ± 0,727 μg g

-1

peso seco ) e setembro (9,808 ± 0,779

μg g

-1

peso seco) (Figura 17B).

No mês de setembro foram detectados os maiores teores de

α-caroteno

(33,993 ± 0,908 μg g

-1

peso seco) (Figura 18A) e de β-caroteno (22,798 ± 0,538

μg g

-1

peso seco) (Figura 18B), respectivamente, em C. mexicana.

Em C. racemosa os teores, em μg g

-1

peso seco, máximos de

α-caroteno ocorreram em maio (16,666 ± 0,356) (Figura 19A) e de β-caroteno

em maio (9,117 ± 0,757) e dezembro (7,879 ± 0,871) (Figura 19B). Nos demais

meses, as concentrações não variaram muito, com mínimo em junho e agosto.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

01020304050

7,678 h

11,957 g

12,785 f g

13,072 f g

13,548 f g

14,420 e f

15,539 e

17,949 d

20,220 c

21,366 c

24,170 b

26,239 a

CV = 5,54%

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20

3,354 h

5,902 g

6,625 f g

6,900 f g

6,988 f

8,145 d e

8,717 d

9,727 c d

10,382 c

12,948 b

13,860 a b

14,032 a

CV = 5,78%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 15.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

sertularioides coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006 e desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 10203040

11,599 h

17,418 g

20,756 f

24,297 e

30,476 d

26,904 e

29,550 d e

29,712 d

34,590 c

36,301 b c

39,087 b

43,919 a

CV = 4,46%

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20 25

3,882 g

5,382 f

8,758 e

10,000 e

11,789 d

12,155 d

12,317 d

14,591 c

14,638 c

15,146 b c

16,102 b

20,856 a

CV = 5,10%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 16.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa prolifera

coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

01020304050

2,426 g

3,249 f

3,403 f

3,784 e f

4,490 e

5,309 d

7,193 c

7,256 c

9,413 b

10,008 b

10,757 a

11,301 a

CV = 4,47%

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20

2,121 e

2,268 e

2,592 e

2,608 e

4,215 d

4,319 d

4,522 d

4,647 d

6,012 c

7,936 b

8,347 b

9,808 a

CV = 10,17%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 17.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa

cupressoides coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a

dezembro de 2006 e desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

01020304050

6,286 j

8,038 i

8,386 i

12,425 h

14,051 g

16,183 f

17,688 e

20,053 d

21,474 d

23,191 c

25,176 b

33,993 a

CV = 3,57%

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20 25

2,796 g

4,687 f

5,091 f

9,279 e

9,878 d e

10,114 d e

10,302 d

11,012 c d

11,065 c

12,331 c

14,527 b

22,798 a

CV = 5,67%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 18.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa mexicana

coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

01020304050

8,783 d

9,795 d

12,340 c

13,018 c

13,376 b c

13,749 b c

13,754 b c

13,761 b c

13,793 b c

13,979 b c

14,313 b

16,666 a

CV = 3,90%

Meses

μg α-caroteno g

-1

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 5 10 15 20

3,469 e

5,365 d

5,549 d

6,073 c d

6,439 b c d

7,157 b c

7,233 b c

7,295 b c

7,414 b

7,450 b

7,879 a b

9,117 a

CV = 8,92%

Meses

μg β-caroteno g

-1

Figura 19.

Teores de α-caroteno (A) e β-caroteno (B) em Caulerpa racemosa

coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas.

Os coeficientes de variação das médias mensais de α-caroteno variaram

de 3,57% a 5,54% e das de β-caroteno, de 5,10% a 10,17% (Figuras 15 a 19).

No presente trabalho, os teores de α-caroteno e de β-caroteno em

C. cupressoides e C. racemosa, ambas desidratadas a 40°C por 15 horas,

foram até treze vezes e três vezes, respectivamente, superiores aos reportados

por Pires (2006) nas mesmas espécies, porém coletadas no mês de julho na

Praia do Guajiru, Trairi-CE.

O teor de

β-caroteno na macroalga marinha vermelha Gracilaria changgi

submetida à liofilização foi igual a 5,2 ± 0,4 mg 100 g

-1

(NORZIAH; CHIANG,

2000); 2,3 vezes superior ao conteúdo de β-caroteno em C. mexicana

desidratada a 40°C por 15 horas.

Os conteúdos de vitamina A (retinol equivalente - RE) e as porções para

que as cinco espécies de Caulerpa desidratadas a 40°C durante 15 horas,

analisadas neste trabalho, sejam consideradas fontes excelentes ou úteis de

vitamina A estão apresentados na Tabela 3.

Da mesma forma que nas algas “in natura”, o conteúdo de RE nas algas

desidratadas foi mínimo em C. cupressoides em outubro (0,639 ± 0,104 μg g

-1

peso seco) e máximo em C. prolifera em março (7,180 ± 0,319 μg g

-1

peso

seco) (Tabela 3).

Porções diárias correspondentes a 42 g de C. prolifera, 45 g de

C. mexicana, 66 g de C. sertularioides, 100 g de C. racemosa ou 119 g de

C. cupressoides, seriam capazes de fornecer

da IDR, e assim elas poderiam

ser classificadas como fontes excelentes de vitamina A. Já o consumo diário de

14 g de C. prolifera, 15 g de C. mexicana, 22 g de C. sertularioides, 33 g de

C. racemosa ou 40 g de C. cupressoides seria suficiente para fornecer

IDR de vitamina A, atuando assim como fonte útil dessa vitamina (Tabela 3).

Tabela 3. Teores de retinol equivalente e porções para que as espécies de Caulerpa analisadas desidratadas sejam

consideradas fontes excelentes ou úteis de vitamina A.

Caulerpa sertularioides Caulerpa prolifera Caulerpa cupressoides Caulerpa mexicana Caulerpa racemosa

Mês

RE E U RE E U RE E U RE E U RE E U

Jan 2,836 ± 0,129 106 35 3,783 ± 0,288 79 26 0,706 ± 0,071 425 142 1,616 ± 0,211 186 62 2,232 ± 0,132 134 45

Fev 4,138 ± 0,180 72 24 4,932 ± 0,251 61 20 1,997 ± 0,296 150 50 2,764 ± 0,152 109 36 2,399 ± 0,103 125 42

Mar 4,192 ± 0,232 72 24 7,180 ± 0,319 42 14 2,025 ± 0,261 148 49 3,523 ± 0,194 85 28 2,309 ± 0,199 130 43

Abr 4,519 ± 0,171 66 22 5,579 ± 0,120 54 18 1,365 ± 0,038 220 73 4,320 ± 0,204 69 23 2,101 ± 0,176 143 48

Mai 2,666 ± 0,168 113 38 5,972 ± 0,248 50 17 1,931 ± 0,143 155 52 3,764 ± 0,194 80 27 3,003 ± 0,241 100 33

Jun 1,205 ± 0,110 249 83 3,898 ± 0,431 77 26 0,672 ± 0,106 446 149 0,995 ± 0,049 301 100 1,317 ± 0,078 228 76

Jul 2,226 ± 0,184 135 45 2,362 ± 0,117 127 42 0,665 ± 0,087 451 150 2,730 ± 0,094 110 37 2,362 ± 0,099 127 42

Ago 2,963 ± 0,167 101 34 4,023 ± 0,225 75 25 1,222 ± 0,079 246 82 3,334 ± 0,127 90 30 1,719 ± 0,037 175 58

Set 3,432 ± 0,224 87 29 4,290 ± 0,151 70 23 2,523 ± 0,192 119 40 6,663 ± 0,166 45 15 2,333 ± 0,238 129 43

Out 2,111 ± 0,100 142 47 5,350 ± 0,196 56 19 0,639 ± 0,104 469 156 3,048 ± 0,164 98 33 2,363 ± 0,189 127 42

Nov 2,084 ± 0,105 144 48 1,623 ± 0,130 185 62 1,325 ± 0,114 226 75 3,863 ± 0,109 78 26 2,108 ± 0,137 142 47

Dez 2,305 ± 0,103 130 43 4,384 ± 0,402 68 23 1,081 ± 0,060 278 93 1,458 ± 0,117 206 69 2,264 ± 0,323 132 44

RE = Retinol equivalente (μg g

-1

peso seco).

E = porções em g peso seco para que as espécies sejam consideradas fontes excelentes de vitamina A.

U = porções em g peso seco para que as espécies sejam consideradas fontes úteis de vitamina A.

De acordo com Pires (2006), para que as Caulerpa desidratadas fossem

consideradas fontes excelentes ou úteis de vitamina A, as porções consumidas

diariamente deveriam ficar entre 52 g e 940 g e entre 17 g e 314 g,

respectivamente.

As macroalgas verdes de água doce dos gêneros Chara e Nitella

exibiram β-caroteno em concentrações tão elevadas, que o consumo de 8 g de

C. hispida ou 1 g de C. contraria seria suficiente para fornecer metade da IDR

de vitamina A (SCHAGERL; PICHLER, 2000). A alga vermelha Palmaria

palmata desidratada em estufa a 30°C e 45°C apresentou níveis de α- e

β-caroteno que permitiram classificá-la como uma fonte útil de vitamina A

(SAKER-SAMPAIO, 1997). O teor de RE (865 μg 100 g

-1

peso seco) em

G. changgi a classificaria como um alimento rico em vitamina A (NORZIAH;

CHIANG, 2000).

Na microalga verde Dunaliella salina liofilizada, Denery et al. (2004)

encontraram 1,4 mg β-caroteno g

-1

. Assim, o consumo diário de cerca de 2 g

dessa microalga liofilizada seria suficiente para fornecer 50% da IDR, o que a

classificaria como fonte excelente de vitamina A.

As quantidades de RE encontradas em algumas frutas, verduras e

legumes normalmente consumidos não são muito diferentes daquelas

encontradas nas algas marinhas. Além disso, não se espera, nem mesmo das

melhores fontes, que elas sozinhas sejam responsáveis pelo suprimento diário

de um determinado nutriente. De fato, uma dieta de boa qualidade deve incluir

a ingestão de diferentes alimentos de origem animal e vegetal. A medida mais

apropriada para prevenir ou controlar as deficiências nutricionais em longo

prazo é assegurar que as dietas forneçam quantidades adequadas dos

nutrientes.

Neste trabalho, as perdas causadas pela desidratação em estufa a 40°C

durante 15 horas foram bastante pronunciadas. Com relação ao teor de

α-caroteno em C. sertularioides ao longo dos doze meses, as perdas variaram

de 39% a 86%. Nas outras quatro espécies analisadas a oscilação ficou entre

24% e 93%. Quanto ao conteúdo de β-caroteno, as perdas em C. sertularioides

e C. prolifera foram de 2% a 83%. Em C. mexicana e C. racemosa, as perdas

ficaram entre 10% e 94%. Em C. cupressoides foi possível observar a menor

variação de perdas no conteúdo de β-caroteno, 35% a 87%.

Um fato comum em todas as espécies analisadas, com exceção da

C. mexicana, foi que as maiores perdas foram observadas nos meses onde as

concentrações de α- e β-caroteno nas algas “in natura” foram máximas. Por

exemplo, em C. cupressoides os maiores teores de α- e β-caroteno foram

detectados no mês de setembro (Figuras 13A e 13B), e as perdas na

concentração desses compostos no material desidratado foram 93% e 87%,

respectivamente.

Segundo Pires (2006), as perdas nos conteúdos de α- e β-caroteno em

C. cupressoides e C. racemosa desidratadas a 40°C por 15 horas foram de

aproximadamente 97%. Fan et al. (2005) encontraram que o processo de

secagem da macroalga vermelha Porphyra (Nori) a 45°C provocou uma

redução no teor de carotenóides da ordem de 80%, enquanto nenhuma perda

foi observada no material liofilizado.

Os carotenóides são pigmentos reconhecidamente sensíveis a vários

fatores, dentre os quais, luz, calor e oxigênio. Essa labilidade torna importante

o estudo dos carotenóides encontrados nos vegetais crus e naqueles

submetidos à cocção, tendo em vista que, durante as etapas de preparação de

vários vegetais utilizados na dieta humana, as condições que favorecem a

degradação dos carotenóides estão presentes.

As perdas em vegetais tailandeses preparados por diferentes métodos

de cocção foram avaliadas por Sungpuag et al. (1999), tendo em vista que

alguns vegetais requerem processamentos térmicos mais longos para inativar

enzimas ou para torná-los mais tenros. As perdas no teor de β-caroteno

variaram de 7% a 43%. Os menores valores foram observados nos vegetais

cozidos no vapor e os maiores, naqueles cozidos em grandes volumes de

água. A relação tempo-temperatura foi importante para todos os tipos de

preparações que empregaram calor, mas a intensidade da alteração dependeu

do tipo de cozimento e do produto, incluindo o tamanho do corte.

Campos et al. (2003) analisaram o teor de β-caroteno em brócolis cru,

cozido e frito e observam que o teor de β-caroteno foi menor no material cozido

do que no cru. Esse resultado foi atribuído à degradação durante o cozimento e

à absorção de água, implicando em um decréscimo na concentração dos

carotenóides por unidade de peso. Interessantemente, embora a fritura seja um

modo de preparo que emprega temperaturas mais elevadas, a perda de água

durante o processo fez com que a quantidade de carotenóides por unidade de

peso aumentasse.

Kidmose et al. (2007) avaliaram o efeito da preparação doméstica em

seis variedades de batata doce e constataram que a estabilidade do β-caroteno

durante o aquecimento dependeu da variedade da batata. Negi; Roy (2001)

compararam dois métodos de secagem de vegetais folhosos verdes; o primeiro

utilizando temperaturas de 40-50°C (secagem solar) e o outro com temperatura

igual a 65 ± 5°C (secagem em cabine apropriada). A maior perda no conteúdo

de β-caroteno foi observada na secagem solar, e esse fato foi atribuído ao

tempo mais prolongado necessário nesse tipo de procedimento.

Os diferentes métodos de cozimento, principalmente no que tange ao

tempo e à temperatura, podem provocar mudanças significativas nos

carotenóides. Além desses, a estabilidade dos carotenóides também é afetada

durante a estocagem em temperaturas elevadas e sob a influência da luz (LIN;

CHEN, 2005). Bernhardt, Schlich (2006) compararam os teores de β-caroteno

em brócolis e pimentão vermelho cozidos no vapor e fervidos em água, mas

aparentemente eles não foram alterados pelos métodos de cozimento

avaliados. Tang; Chen (2000) analisaram as mudanças na concentração dos

pigmentos presentes em uma preparação a base de cenoura liofilizada durante

sua estocagem e observaram que quando o material foi estocado a 4°C, as

perdas de α- e β-caroteno foram iguais a 16% e 18%, respectivamente, mas

quando a estocagem ocorreu a 45°C, as perdas chegaram a 35% para o

α-caroteno e a 39% para o β-caroteno.

4.3. Vitamina E (α-tocoferol)

O tempo de retenção do padrão de α-tocoferol obtido pelo sistema

cromatográfico usado neste trabalho foi igual a 5,09

± 0,17 min (n = 46). Um

cromatograma típico do padrão contendo 5,0

μg de α-tocoferol está

apresentado na Figura 20. O tempo de retenção do α-tocoferol detectado nos

extratos de alga foi de 5,10 ± 0,19 min (n = 315). Os tempos de retenção do

α-tocoferol padrão e do composto presente nos extratos de alga eluído em

aproximadamente 5,0 min não apresentaram diferença estatisticamente

significativa (p ≥ 0,05).

Figura 20.

Cromatograma típico de α-tocoferol (Sigma) submetido à

saponificação e partição.

Injeção de 5,0 μg em coluna Waters Spherisorb-Hichrom S5 ODS 2 (4,6 x 250

mm) com fase móvel constituída de MeOH:THF (90:10), fluxo 1,5 mL min

-1

detecção em 292 nm.

As cinco espécies de Caulerpa “in natura” analisadas no presente

trabalho apresentaram α-tocoferol. Dentre todas as amostras analisadas, os

conteúdos máximo e mínimo foram detectados em C. cupressoides e

C. racemosa, respectivamente.

Semelhantemente ao α- e β-caroteno, a distribuição de α-tocoferol nas

cinco espécies do gênero Caulerpa, estudadas neste trabalho sob a forma “in

natura”, apresentou diferenças ao longo dos doze meses.

Em C. sertularioides, os teores de α-tocoferol, μg g

-1

peso fresco, foram

máximo em agosto (445,453 ± 15,093) e mínimo em janeiro (94,730 ± 2,599).

Em abril (389,607 ± 19,772) e fevereiro (346,036 ± 11,792) também foram

encontrados valores elevados, mas nos demais meses sua distribuição variou

pouco, de 166,633 ± 12,483 a 259,704 ± 15,595 (Figura 21).

Em C. prolifera foi possível observar teores elevados de α-tocoferol,

μg g

-1

peso fresco, em dezembro (426,411 ± 14,539), que foi o máximo, e em

novembro (342,891 ± 7,483) e setembro (331,624 ± 20,149). No restante do

ano, os teores oscilaram entre 129,389 ± 3,663 em junho e 271,624 ± 13,660

em julho (Figura 22).

C. cupressoides apresentou um pico no primeiro semestre igual a

321,860 ± 3,200 μg g

-1

peso fresco (em abril) e outro no segundo semestre

igual a 463,040 ± 24,446 μg g

-1

peso fresco (em setembro), que foi o conteúdo

máximo. Nos meses de janeiro e julho foram registrados níveis mínimos de

α-tocoferol, 40,882 ± 1,353 e 64,651 ± 6,062, respectivamente. Nos outros

meses a variação ficou entre 73,147 ± 2,017 e 200,627 ± 3,107 (Figura 23).

A distribuição de

α-tocoferol em C. mexicana apresentou um pico bem

evidente em abril (399,929 ± 21,126 μg g

-1

peso fresco). Nos outros meses a

variação ficou entre 71,268 ± 13,388 e 122, 210 ± 12,606, exceto em janeiro,

agosto e setembro, nos quais os conteúdos foram mínimos (Figura 24).

Em geral a distribuição de

α-tocoferol em C. racemosa ao longo do ano

apresentou um padrão distinto das demais espécies de Caulerpa, com

alternância de valores, sendo o máximo detectado em junho (195,587 ± 14,262

μg g

-1

peso fresco e mínimo em janeiro 29,795 ± 2,905 μg g

-1

peso fresco)

(Figura 25).

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

94,730 g

166,633 f

188,697 e

203,972 e

211,238 e

225,790 e

233,985 d e

237,248 d e

259,704 d

346,036 c

CV = 5,33%

389,607 b

445,453 a

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 21.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa sertulariodes “in natura”,

coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

129,389 f

136,630 f

138,923 f

146,986 f

188,670 e

200,345 e

228,753 d

252,976 c d

271,624 c

331,624 b

342,891 b

426,411 a

CV = 4,63%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 22.

Teores de

α-tocoferol em Caulerpa prolifera “in natura”, coletada

na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

40,882 h

64,651 g

73,147 g

74,386 g

74,461 g

97,575 f

129,580 e

140,555 d e

154,148 d

200,627 c

321,860 b

463,040 a

CV = 6,80%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 23.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa cupressoides “in natura”,

coletada na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

41,586 e

42,964 e

45,708 e

71,268 d

79,403 c d

91,954 c d

94,531 c

99,234 b c

116,685 b

118,024 b

122,210 b

399,929 a

CV = 9,99%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 24.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa mexicana “in natura”, coletada

na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

29,795 g

87,351 d

48,634 f

63,799 e f

79,296 d e

83,630 d

89,340 d

111,658 c

123,480 c

150,429 b

164,504 b

195,587 a

CV = 8,36%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 25.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa racemosa “in natura”, coletada

na Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006.

Os coeficientes de variação das médias mensais de α-tocoferol nas

espécies de Caulerpa analisadas “in natura” foram iguais a 5,33%, 4,63%,

6,80%, 9,99% e 8,36%, respectivamente para C. sertularioides, C. prolifera,

C. cupressoides, C. mexicana e C. racemosa (Figuras 21 a 25).

Existem poucos trabalhos sobre a distribuição e a variação sazonal de

α-tocoferol em algas marinhas.

Em espécies de algas japonesas, α-tocoferol foi majoritário

representando mais de 90% dos tocoferóis totais. As algas pardas

apresentaram os maiores conteúdos (1,89 a 51,56 μg g

-1

peso fresco),

seguidas pelas vermelhas (0,02 a 2,21

μg g

-1

peso fresco) e verdes (0,07 a

0,15

μg g

-1

peso fresco). A variação sazonal nos conteúdos de tocoferóis nas

algas pardas Hizikia fusiformis e Analipus japonicus foi atribuída às mudanças

ocorridas nos parâmetros ambientais (temperatura da água e luz). Nos meses

em que a temperatura da água e a luminosidade foram mais elevadas foi

possível observar os teores máximos (MIYASHITA; TAKAGI, 1987).

As algas vermelha Palmaria palmata e parda Laminaria digitata

apresentaram α-tocoferol em todos os meses do ano. Em P. palmata, com

exceção da amostra coletada em janeiro, que apresentou conteúdo máximo, a

variação anual foi pequena (0,6 a 1,5 μg g

-1

peso fresco). Em L. digitata o nível

α-tocoferol foi relativamente consistente, oscilando de 0,6 a 2,6 μg g

-1

peso

fresco, salvo os valores detectados em agosto e setembro, que foram mais

elevados (SAKER-SAMPAIO, 1997). Os teores de

α-tocoferol nas amostras

analisadas neste trabalho foram superiores, e as variações na distribuição ao

longo do ano muito mais significativas do que os reportados por Saker-

Sampaio (1997).

Apesar de Burtin (2003) eleger as algas pardas como as melhores fontes

de vitamina E, Sousa (2005) encontrou teores de α-tocoferol maiores em algas

verdes do que nas vermelhas e pardas. Os conteúdos de α-tocoferol

encontrados nas espécies de Caulerpa analisadas no presente trabalho foram

comparados com os reportados por Jensen (1969) e Miyashita; Takagi (1987).

Novamente, os teores de α-tocoferol nas espécies de Caulerpa foram

superiores, com exceção das algas pertencentes à família Fucaceae (JENSEN,

1969), que apresentaram valores similares.

Raffo et al. (2006) observaram uma marcante variação sazonal nos

teores de α-tocoferol presentes no tomate-cereja, com mínimo detectado em

dezembro (40 μg 100 g

-1

peso fresco) e máximo em junho (1.160 μg 100 g

-1

peso fresco). Gómez-Coronado et al. (2004) também observaram conteúdos

variáveis de α- e γ-tocoferol em alecrim, mas no inverno os valores foram

maiores do que no verão.

Os conteúdos, mg g

-1

peso fresco, de vitamina E (α-tocoferol equivalente

– α-TE) e as porções, em g peso fresco, para que as cinco espécies de

Caulerpa “in natura” analisadas neste trabalho sejam consideradas fontes

excelentes ou úteis estão apresentados na Tabela 4. O menor conteúdo de

α-TE foi observado em janeiro em C. racemosa (0,030 ± 0,003 mg g

-1

peso

fresco) e o maior em setembro em C. sertularioides (0,463

± 0,024 mg g

-1

peso

fresco) (Tabela 4).

Com base nos valores de α-TE obtidos para as espécies de Caulerpa “in

natura”, as porções diárias para que sejam consideradas fontes excelentes ou

úteis de vitamina E, são relativamente pequenas, devendo variar de 11 g a

168 g ou de 4 g a 56 g peso fresco, respectivamente (Tabela 4).

As espécies de Caulerpa analisadas por Sousa (2005) apresentaram

teores de α-TE semelhantes aos determinados neste trabalho, e as porções

necessárias para que elas fossem consideradas fontes excelentes ou úteis de

vitamina E, comparáveis às quantificadas no presente trabalho.

As porções diárias de P. palmata ou L. digitata necessárias para que

elas fossem consideradas fontes excelentes de vitamina E foram tão elevadas

quanto 8 kg peso fresco (SAKER-SAMPAIO, 1997). Todas as algas analisadas

por Miyashita; Takagi (1987) precisariam ser consumidas em quantidades

igualmente absurdas para fornecerem metade da IDR de vitamina E, com

exceção da alga parda Hizikia fusiforme que apresentou porções comparáveis

às determinadas no presente trabalho.

Tabela 4.

Teores de α-tocoferol equivalente e porções para que as espécies de Caulerpa analisadas “in natura” sejam consideradas fontes excelentes

ou úteis de vitamina E.

Caulerpa sertularioides Caulerpa prolifera Caulerpa cupressoides Caulerpa mexicana Caulerpa racemosa

Mês

α-TE

E U

α-TE

E U

α-TE

E U

α-TE

E U

α-TE

E U

Jan 0,095 ± 0,003 53 18 0,147 ± 0,006 34 11 0,041 ± 0,001 122 41 0,042 ± 0,007 120 40 0,030 ± 0,003 168 56

Fev 0,346 ± 0,012 14 5 0,137 ± 0,002 37 12 0,074 ± 0,002 67 22 0,079 ± 0,010 63 21 0,084 ± 0,006 60 20

Mar 0,260 ± 0,016 19 6 0,189 ± 0,006 27 9 0,201 ± 0,003 25 8 0,118 ± 0,013 42 14 0,079 ± 0,004 63 21

Abr 0,390 ± 0,020 13 4 0,253 ± 0,011 20 7 0,322 ± 0,003 16 5 0,400 ± 0,021 13 4 0,165 ± 0,006 30 10

Mai 0,204 ± 0,017 25 8 0,200 ± 0,009 25 8 0,141 ± 0,001 36 12 0,117 ± 0,011 43 14 0,087 ± 0,006 57 19

Jun 0,226 ± 0,013 22 7 0,129 ± 0,004 39 13 0,130 ± 0,004 39 13 0,095 ± 0,007 53 18 0,196 ± 0,014 26 9

Jul 0,237 ± 0,011 21 7 0,272 ± 0,014 18 6 0,065 ± 0,006 77 26 0,071 ± 0,013 70 23 0,112 ± 0,010 45 15

Ago 0,445 ± 0,015 11 4 0,229 ± 0,013 22 7 0,098 ± 0,006 51 17 0,043 ± 0,008 116 39 0,150 ± 0,008 33 11

Set 0,167 ± 0,012 30 10 0,332 ± 0,020 15 5 0,463 ± 0,024 11 4 0,046 ± 0,006 109 37 0,049 ± 0,008 103 34

Out 0,211 ± 0,015 24 8 0,139 ± 0,010 36 12 0,074 ± 0,008 67 22 0,099 ± 0,005 50 17 0,123 ± 0,012 40 14

Nov 0,234 ± 0,013 21 7 0,343 ± 0,007 15 5 0,154 ± 0,016 32 11 0,122 ± 0,013 41 14 0,064 ± 0,009 78 26

Dez 0,189 ± 0,005 26 9 0,426 ± 0,015 12 4 0,073 ± 0,002 68 23 0,092 ± 0,009 54 18 0,089 ± 0,008 56 19

α-TE = α-Tocoferol equivalente (mg g

-1

peso fresco)

E = porções em g peso fresco para que as espécies sejam consideradas fontes “excelentes” de vitamina E

U = porções em g peso fresco para que as espécies sejam consideradas fontes “úteis” de vitamina E

Nas cinco espécies do gênero Caulerpa estudadas sob a forma

desidratada em estufa a 40°C por 15 horas, a distribuição de α-tocoferol,

presente em todas as amostras com exceção de C. racemosa coletada em

março, também apresentou diferença ao longo dos doze meses de coleta.

C. sertularioides apresentou conteúdo de α-tocoferol de 138,439 ± 3,435

μg g

-1

peso seco em outubro a 380,080 ± 13,429 μg g

-1

peso seco em maio, e

essa variação foi inferior a 2,8 vezes entre o maior e o menor (Figura 26).

De forma semelhante em C. prolifera, o teor máximo de α-tocoferol em

dezembro (289,829

± 14,435 μg g

-1

peso seco) foi apenas 2,3 vezes maior do

que o mínimo (123,832

± 11,323 μg g

-1

peso seco) em julho (Figura 27).

C. cupressoides apresentou um pico bem evidente na concentração de

α-tocoferol no mês de junho (317,222 ± 10,431 μg g

-1

peso seco), e no restante

dos meses os teores permaneceram em duas faixas distintas: de 125,469 ±

4,175 a 233,082 ± 11,210 μg g

-1

peso seco e de 89,981 ± 3,994 a 170,132 ±

14,121 μg g

-1

peso seco (Figura 28).

Em C. mexicana, o teor máximo foi detectado em abril (231,271 ± 15,637

μg g

-1

peso seco) e nos demais meses do ano os conteúdos permaneceram

entre 70,936 ± 7,585 e 194,522 ± 8,893 μg g

-1

peso seco) (Figura 29).

Em C. racemosa, exceção feita ao mês de março em que nenhum

α-tocoferol foi detectado, o menor teor foi observado em outubro (73,492 ±

7,212 μg g

-1

peso seco) e o maior em maio (324,387 ± 22,373 μg g

-1

peso

seco). Nos demais meses o teor permaneceu entre 101,983 ± 9,686 e 256,447

± 10,783 μg g

-1

peso seco (Figura 30).

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

138,439 h

160,042 g

224,704 f

238,874 e

245,734 d e

253,168 d e

258,628 d

261,929 d

323,937 c

347,708 b

353,662 b

380,086 a

CV = 3,62%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 26.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa sertulariodes coletada na Praia

do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e desidratada em

estufa a 40°C por 15 horas.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

123,832 f

163,071 e

174,826 d e

176,614 d e

179,977 d e

182,794 d e

191,553 c d

204,849 c

247,206 b

251,436 b

265,380 a b

289,829 a

CV = 5,07%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 27.

Teores de

α-tocoferol em Caulerpa prolifera coletada na Praia do

Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e desidratada em estufa

a 40°C por 15 horas.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

89,981 f

95,490 f

125,469 e

129,548 d e

136,428 d e

150,529 c d

154,132 c d

170,132 c

210,432 b

218,078 b

233,082 b

317,222 a

CV = 6,65%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 28.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa cupressoides coletada na

Praia do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e desidratada

em estufa a 40°C por 15 horas.

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

70,936 g

82,615 f g

96,497 e f

97,505 e f

106,821 e

113,630 d e

130,581 d

132,036 d

156,760 c

165,072 c

194,522 b

231,271 a

CV = 7,34%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 29.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa mexicana coletada na Praia do

Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e desidratada em estufa

a 40°C por 15 horas

Jan

Fev

Mar

Abr

Mai

Jun

Jul

Ago

Set

Out

Nov

Dez

0 100 200 300 400 500

73,492 h

101,983 g h

111,872 f g

113,503 f g

138,221 e f

161,383 d e

171,831 d e

187,990 c d

205,768 c

256,447 b

324,387 a

CV = 8,73%

Meses

μg α-tocoferol g

-1

Figura 30.

Teores de α-tocoferol em Caulerpa racemosa coletada na Praia

do Pacheco, de janeiro a dezembro de 2006 e desidratada em

estufa a 40°C por 15 horas.

Os coeficientes de variação das médias mensais dos conteúdos de

α-tocoferol nas amostras de C. sertularioides, C. prolifera, C. cupressoides,

C. mexicana e C. racemosa desidratadas foram iguais a 3,62%, 5,07%, 6,65%,

7,34% e 8,73%, respectivamente (Figuras 26 a 30).

A distribuição do α-tocoferol foi comparada entre as amostras

desidratadas e aquelas “in natura”, não tendo sido observado o mesmo padrão

quanto a máximos e mínimos, exceto nos extratos de C. prolifera e

C. mexicana.

As perdas no conteúdo de α-tocoferol após a desidratação a 40°C por

15 horas foram as seguintes: C. sertularioides e C. prolifera de 63% a 91%;

C. cupressoides e C. mexicana de 33% a 97%; e C. racemosa de 26% a 88%.

Sánchez-Machado et al. (2002) determinaram α-tocoferol nas algas

pardas Himanthalia elongata e Laminaria ochroleuca desidratadas a 45°C por

24 horas, que apresentaram teores iguais a 33,3 ± 4,2 e 8,9 ± 2,1

μg g

-1

peso

seco, respectivamente, e nas pardas Saccorhiza polychides e H. elongata

enlatadas, submetidas a 112°C por 40 minutos, que apresentaram teores iguais

a 5,7 ± 1,3 e 12,0 ± 2,0 μg g

-1

peso seco, respectivamente. A diferença nas

amostras de H. elongata, desidratada a 45°C por 24 horas e esterilizada

comercialmente a 112°C por 40 minutos, foi atribuída às condições do

processamento, variação sazonal e/ou variação entre os locais de coleta.

Le Tutour et al. (1998) quantificaram os isômeros α-, γ- e δ-tocoferol nas

algas pardas Laminaria digitata, H. elongata, Fucus vesiculus, F. serratus e

Ascophyllum nodosum desidratadas (teor de umidade menor que 10%) e

encontraram predominância de α-tocoferol. L. digitata e H. elongata

apresentaram teores inferiores aos detectados em todas as amostras

analisadas no presente trabalho, enquanto em F. vesiculus, F. serratus e

A. nodosum, os conteúdos foram várias vezes superiores.

Durante os processos de cocção, as perdas de vitamina E nos alimentos

também são apreciáveis (MACHLIN, 1991; BRAMLEY et al., 2000; RONCADA,

2000). Entretanto, Bernhardt; Schlich (2006) não encontraram perdas

significativas no conteúdo de α-tocoferol em brócolis e pimentão vermelho

submetidos a diferentes métodos de cocção.

Torre et al. (2001) analisaram o efeito de várias técnicas de secagem

sobre o conteúdo de α-tocoferol em alecrim. A secagem em forno microondas

(900 W, por 1 minuto) não causou perdas, porém quando o alecrim foi

liofilizado ou submetido à secagem em forno elétrico (50°C por 3 horas), as

perdas foram de 41% e 49%, respectivamente.

Os conteúdos, mg g

-1

peso seco, de vitamina E (α-tocoferol equivalente

– α-TE) e as porções, em g peso seco, para que as cinco espécies de Caulerpa

desidratadas analisadas neste trabalho sejam consideradas fontes excelentes

ou úteis estão apresentados na Tabela 5.

A concentração de α-TE em C. sertularioides foi bastante consistente,

com valores variando de 0,138 ± 0,003, em outubro a 0,380 ± 0,013 mg g

-1

peso seco, em maio (Tabela 5). C. prolifera apresentou quatro picos na

concentração de α-TE, 0,290 ± 0,014; 0,265 ± 0,019; 0,251 ± 0,007 e 0,247 ±

0,009 mg g

-1

peso seco, respectivamente, em dezembro, novembro, maio e

fevereiro. O teor mínimo foi detectado em julho, 0,124 ± 0,011 mg g

-1

peso

seco. Nos demais meses os valores variaram de 0,175 ± 0,004 a 0,205 ± 0,009

mg g

-1

peso seco (Tabela 5).

A distribuição de α-TE em C. cupressoides foi distinta nos dois

semestres do ano. No primeiro, foram detectados os maiores valores, 0,136

0,006 a 0,317 ± 0,010 mg g

-1

peso seco e no segundo, os menores conteúdos,

0,090

± 0,004 a 0,154 ± 0,004 mg g

-1

peso seco (Tabela 5).

C. mexicana apresentou teores máximos de α-TE em abril (0,231 ±

0,016 mg g

-1

peso seco) e maio (0,195 ± 0,009 mg g

-1

peso seco), e mínimo em

março (0,071 ± 0,008 mg g

-1

peso seco). Nos demais meses, a variação foi de

0,083 ± 0,009 a 0,165 ± 0,009 mg g

-1

peso seco (Tabela 5).

Em C. racemosa, o teor máximo α-TE foi detectado em maio (0,324 ±

0,022 mg g

-1

peso seco), seguido pelo mês de junho (0,256 ± 0,011 mg g

-1

peso seco). No restante do ano, os teores oscilaram entre 0,073 ± 0,007 e

0,206 ± 0,021 mg g

-1

peso seco (Tabela 5).

As porções de Caulerpa desidratadas que seriam suficientes para

fornecer

da IDR (fonte excelente) ou

da IDR (fonte útil) de vitamina E

foram razoáveis e variaram de 13 g a 70 g ou de 4 g a 24 g, respectivamente

(Tabela 5).

Diante da marcante variação sazonal observada na distribuição de α- e

β-caroteno e α-tocoferol, nas espécies de Caulerpa analisadas no presente

trabalho, estudos posteriores poderão revelar quais as causas, sejam elas

ambientais e/ou morfológicas, que provocam tal variação.

Tabela 5.

Teores de α-tocoferol equivalente e porções para que as espécies de Caulerpa analisadas desidratadas sejam

consideradas fontes excelentes ou úteis de vitamina E.

Caulerpa sertularioides Caulerpa prolifera Caulerpa cupressoides Caulerpa mexicana Caulerpa racemosa

Mês

α-TE

E U

α-TE

E U

α-TE

E U

α-TE

E U

α-TE

E U

Jan 0,160 ± 0,006 31 10 0,177 ± 0,011 28 9 0,136 ± 0,006 37 12 0,132 ± 0,006 38 13 0,161 ± 0,006 31 10

Fev 0,262 ± 0,004 19 6 0,247 ± 0,009 20 7 0,210 ± 0,007 24 8 0,157 ± 0,014 32 11 0,172 ± 0,012 29 10

Mar 0,348 ± 0,006 14 5 0,192 ± 0,011 26 9 0,170 ± 0,014 29 10 0,071 ± 0,008 70 24 - - -

Abr 0,324 ± 0,005 15 5 0,180 ± 0,007 28 9 0,218 ± 0,015 23 8 0,231 ± 0,016 22 7 0,188 ± 0,021 27 9

Mai 0,380 ± 0,013 13 4 0,251 ± 0,007 20 7 0,233 ± 0,011 21 7 0,195 ± 0,009 26 9 0,324 ± 0,022 15 5

Jun 0,246 ± 0,001 20 7 0,175 ± 0,002 29 10 0,317 ± 0,010 16 5 0,083 ± 0,009 61 20 0,256 ± 0,011 19 7

Jul 0,253 ± 0,011 20 7 0,124 ± 0,011 40 13 0,154 ± 0,004 32 11 0,131 ± 0,004 38 13 0,138 ± 0,007 36 12

Ago 0,354 ± 0,011 14 5 0,163 ± 0,007 31 10 0,125 ± 0,004 40 13 0,114 ± 0,009 44 15 0,114 ± 0,010 44 15

Set 0,259 ± 0,011 19 6 0,205 ± 0,009 24 8 0,151 ± 0,010 33 11 0,107 ± 0,004 47 16 0,102 ± 0,010 49 16

Out 0,138 ± 0,003 36 12 0,183 ± 0,008 27 9 0,095 ± 0,013 52 17 0,098 ± 0,007 51 17 0,073 ± 0,007 68 23

Nov 0,225 ± 0,014 22 7 0,265 ± 0,019 19 6 0,130 ± 0,017 39 13 0,165 ± 0,009 30 10 0,206 ± 0,021 24 8

Dez 0,239 ± 0,013 21 7 0,290 ± 0,014 17 6 0,090 ± 0,004 56 19 0,096 ± 0,013 52 17 0,112 ± 0,018 45 15

- = não detectável

α-TE = α-Tocoferol equivalente (mg g

-1

peso seco)

E = porções em g peso seco para que as espécies sejam consideradas fontes excelentes de vitamina E

U = porções em g peso seco para que as espécies sejam consideradas fontes úteis de vitamina E

5. CONCLUSÕES

O sistema e o método cromatográfico desenvolvidos no presente

trabalho foram adequados para a identificação e quantificação simultânea de

α-caroteno, β-caroteno e α-tocoferol.

Os extratos das cinco espécies de Caulerpa analisadas “in natura” e

desidratadas apresentaram α- e β-caroteno em quantidades variáveis ao longo

dos doze meses de coleta, porém essa variação não obedeceu a um padrão

único no gênero.

Os maiores níveis de α-caroteno foram verificados em C. prolifera e os

de β-caroteno em C. mexicana, tanto nos extratos preparados com alga “in

natura” quanto naqueles preparados com algas desidratadas a 40°C por 15

horas. O conteúdo máximo de retinol equivalente foi observado em C. prolifera,

tanto na forma “in natura” como na forma desidratada.

No gênero Caulerpa, contrariamente as demais espécies de algas

verdes, os teores de

α-caroteno predominaram sobre os de β-caroteno.

Todos os extratos das cinco espécies de Caulerpa analisadas “in natura”

e desidratadas apresentaram

α-tocoferol, com exceção da amostra desidratada

de C. racemosa coletada em março. De modo semelhante aos carotenóides

provitamina A, a distribuição sazonal também não seguiu o mesmo perfil.

Os valores máximos tanto de

α-tocoferol como de α-tocoferol

equivalente foram encontrados em C. cupressoides “in natura” e em

C. sertularioides desidratada.

Com base nas porções diárias calculadas para fornecerem 50% da IDR

de vitaminas, as algas analisadas sob as duas formas provavelmente são

melhores fontes de vitamina E do que de vitamina A.

A secagem provocou perdas máximas de aproximadamente 90% nos

conteúdos de α- e β-caroteno e de α-tocoferol, mas algumas vezes, essa perda

não ultrapassou 40%. Em geral, as algas “in natura” com teores mais elevados

desses nutrientes perderam uma quantidade maior do que aquelas com teores

mais baixos.

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