( PDF ) Avaliação do desenvolvimento após a criopreservação de embriões bovinos produzidos in vitro

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Alessandra Corallo Nicacio

AVALIAÇÃO DO DESENVOLVIMENTO APÓS A

CRIOPRESERVAÇÃO DE EMBRIÕES BOVINOS

PRODUZIDOS IN VITRO

São Paulo

2008

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Alessandra Corallo Nicacio

AVALIAÇÃO DO DESENVOLVIMENTO APÓS A

CRIOPRESERVAÇÃO DE EMBRIÕES BOVINOS

PRODUZIDOS IN VITRO

Tese apresentada ao Programa de Pós-

graduação em Reprodução Animal da

Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia

da Universidade de São Paulo para obtenção

de título de Doutor em Medicina Veterinária

Departamento:

Reprodução Animal

Área de concentração:

Reprodução Animal

Orientador:

Prof. Dr. José Antônio Visintin

São Paulo

2008

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FOLHA DE AVALIAÇÃO

Nome: NICACIO, Alessandra Corallo

Título: Avaliação do desenvolvimento após a criopreservação de embriões bovinos

produzidos in vitro

Tese apresentada ao Programa de Pós-graduação em

Reprodução Animal da Faculdade de Medicina

Veterinária e Zootecnia da Universidade de São Paulo

para obtenção do título de Doutor em Medicina

Veterinária

Data: __/__/__

Banca Examinadora

Prof. Dr._________________________ Instituição:_________________________

Assinatura:_______________________ Julgamento:_______________________

Prof. Dr._________________________ Instituição:_________________________

Assinatura:_______________________ Julgamento:_______________________

Prof. Dr._________________________ Instituição:_________________________

Assinatura:_______________________ Julgamento:_______________________

Prof. Dr._________________________ Instituição:_________________________

Assinatura:_______________________ Julgamento:_______________________

Prof. Dr._________________________ Instituição:_________________________

Assinatura:_______________________ Julgamento:_______________________

À minha mãe (Nilsa -

Mamis

) e ao meu pai

(Norson -

Papito

), por serem mais que pais,

por serem meus eternos exemplos de vida,

meus portos seguros, meus alicerces, meu

tudo. Sem vocês eu

nunca

seria quem sou!!!

Obrigada.

Amo vocês!!!

Agradecimentos

Carnaval de 2002: eu, vários textos pra estudar, várias dúvidas, muitas perguntas. A

biologia molecular olhando pra mim e eu pra ela, mas qual técnica escolher? E o

maior problema de todos: escrever meu projeto de doutorado.

Carnaval de 2008: eu, vários textos lidos e estudados, alguns ainda por ler, várias

dúvidas e perguntas. E a maior questão: como explico isso?

Bom, não tem como negar, nestes últimos quatro anos muita coisa aconteceu. Passei

horas no laboratório (tá, isso não é novidade!), mas também descobri um mundo

maravilhoso fora dele (agora sim, uma novidade!). Descobri que nem tudo sai como a

gente espera e planeja, aprendi a me virar quando tudo está dando errado. Aprendi

a errar e a concertar o que fiz de errado. Mas acima de tudo, aprendi a manter a

cabeça erguida, sempre em frente, porque desistir dos meus objetivos eu nunca vou

aprender! Aprendi que tenho amigos maravilhosos que sempre estão disponíveis para

um conselho, uma piada, uma brincadeira, uma balada, um apoio, uma lágrima, um

desabafo, ou só para ficar quieto ao meu lado. Aprendi que tem gente ruim no

mundo, mas para cada pessoa ruim existem uns dez amigos para compensar. Aprendi

que família a gente não escolhe, tem que agüentar do jeito que é, afinal, ela também

te agüenta do jeito que você teima ser... Aprendi que ser gente grande não é fácil.

Que o tempo não volta atrás. Mas também aprendi que o tempo que passou me fez

ser assim, desse jeitinho mesmo. E desta história de aprendizado, sobraram muitas

lembranças e muitos agradecimentos a serem feitos.

Primeiro preciso agradecer ao meu orientador. Visintin (meu eterno chefinho), há

alguns anos atrás, ouvi dizer que “um tal de Prof. Visintin dá estágio no VRA”. Fui

quem era esse professor. Procurei nas placas das portas qual era sala dele e pedi

licença. Naquele dia, eu não fazia idéia do que eu estava fazendo, não sabia quanto

aquele momento seria crucial pra minha vida depois. Você mudou minha visão de

mundo, de trabalho, de profissão, de dedicação. Obrigada por me aceitar no seu

grupo de trabalho, por entender até o que eu não expliquei e, principalmente, por no

pior momento, ser meu orientador. Sinto que sou abençoada por essa convivência e

por esses anos todos.

Depois tenho que agradecer os verdadeiros responsáveis por eu chegar aqui: meus

pais. Papito e Mamis, sem o apoio e o exemplo de vocês eu nunca teria caminhado

nem um metro, quanto mais chegar até aqui. Sei que a vida anda complicada para

todos nós, mas também que meu porto seguro sempre será vocês. E quero sempre

poder retribuir isso e tudo mais que vocês sempre foram, são e serão para mim.

Mas não posso esquecer alguém tão importante quanto meus pais: minha tia Ruth.

Tia, um coração gigante como o seu é um presente para o mundo. Obrigada por ser

assim, tão minha tia querida, por agüentar cada momento bom e ruim sempre ao meu

lado. Sei que posso contar com você e queria que você soubesse que seu lugar no meu

coração é mais que especial, é só seu.

Bruno, apesar de você só ter participado de uma pequena parte de tudo isso, você

chegou num momento mega difícil e me ajudou a ver que nem tudo estava perdido.

Graças a você eu consegui rir, mesmo estando no meio da lama; consegui chorar

quando não tinha mais lágrima; consegui terminar quando não tinha mais esperança.

Obrigada pela paciência, pelo apoio e pelo carinho.

E tem também o meu irmão. Junior, apesar do pouco tempo que passamos juntos,

com nossas vidas corridas e opostas, não posso negar, são momentos muito

divertidos.

Isso sem esquecer dos meus 3 anjos da guarda caseiros: Maria Helena, Marinalva e

Regina. Sem a gigantesca ajuda de vocês esse trabalho não seria feito e eu estaria

doidinha de pedra.

Agora as coisas vão ficando mais complicadas, não posso esquecer ninguém. Vou

começar pelo laboratório.

Mayra, minha co-orientadora, mais do que isso, minha amiga. Porque cada vez que te

procurei pra conversar, fosse sobre trabalho, sobre mocinhos, sobre minha família,

ou sei lá, qualquer assunto aleatório, sempre tinha um abraço gostoso me esperando.

Obrigada! E porque, quando no fim do dia, tudo parecia negro e cansado tinha seus

meninos no corredor. O Xi e o João são a alegria do corredor no fim de tarde. Só

não sei se hoje vamos jogar bola, brincar de pega-pega ou de esconder.

Aos amigos e colegas de laboratório: Alê Brandão (sumida, está sempre em Pira, mas

quando aparece sua risada anima todo mundo), Bianca (pouco tempo de convivência,

mas já sei que você é um amor), Camilla (que de estagiária passou a salva-vidas,

obrigada), Fabíola (também pode tentar a carreira de salva-vida, tem futuro,

obrigada também), Febém (que a corda no pescoço não sufoque nunca mais a gente),

Fernanda (também pouca convivência, mas com umas conversas bem divertidas),

Flávia (você pediu, eu fiquei mais tempo, lembra?), Marãn (entre a anatomia e o VRA,

quando não tem canil pra limpar tem ovário pra aspirar), Mari Groke (de uma colega

a amiga e companheira em todos esses anos juntas), Mariana (agora que você parou

de entrar pela janela ficou mais fácil conversar), Paulo (o “caçula” do laboratório,

fica esperto senão não sai nunca daqui), Rê (minha muleta e companheira), Maza

(também está seguindo por novos caminhos, que a docência te ensine tanto quanto eu

venho aprendendo), Weber (mesmo longe lembrei de você), Zeca (já sei de onde vem

toda sua superação, obrigada).

Aos antigos amigos de laboratório que também muito me ensinaram: Cássia (outra

boa alma que tive e tenho a felicidade de ser amiga), Creysson (uma alma boa que

tive a felicidade de conviver, você vai brilhar cada dia mais, seja onde for), Helô

(posso falar pouco com você hoje em dia, mas você sabe que sempre acreditei em

você), Marcão (amigo e exemplo), Nani (passou na minha frente, mas eu também

consegui terminar), Vivi (sem palavras, basta pensar em você que o telefone toca).

E agora vou passar pelo departamento.

Aos amigos de departamento, de ontem e de hoje: Cabral, Camila Vannuchi,

Claudinha, Cristina, Everton, Gabriel, Gisele, Henderson, Jaqueline, Liege, Lindsay,

Ludy, Marcílio, Manuel, Mariana, Marie, Nélcio, Paola, Patrícia, Paulo, Priscila,

Torres, Zé Nélio e muitos mais. A convivência com todos vocês fez meus dias mais

felizes, minha rotina mais amena e os churrascos mais divertidos. Vou sentir falta

de vocês.

Aos amigos e funcionários: Alice, Belau, Harumi, Iraílton, Jocimar, Luis, Maria

Amélia, Miguel, Dona Silvia, Taís. Cada “bom dia” que recebi, cada copo de café, cada

brincadeira de corredor, ou mesmo conversa serviram como uma maneira de

continuar tocando a rotina pesada de uma maneira mais amena.

À amiga Lígia (FZEA – USP), que apareceu com a maior boa vontade e ajudou muito,

num momento muito negro do trabalho. Nunca vou esquecer a ajuda e o apoio.

Obrigada!!!

E agora aos amigos, de diferentes lugares, mas sempre amigos!

Cris, Liege e Lindsay, em especial, não só pelos almoços divertidos, nem só pelas

baladas, nem só pelo grupo de estudo, ou pelas risadas, mas pelas conversas sérias,

pelas discussões filosóficas das nossas vidas, enfim, pela amizade sincera. Que este

quarteto continue sempre assim, unido, mesmo que sem todos os almoços...

Rê, pelas mil MIV(s), FIV(s), CIV(s), Feeding(s), meios e tudo mais (que você me

proibiu de pagar em chocolate), pela amizade de hoje e sempre, pela companhia das

marmitas, pelas conversas no “fumódromo”, pelas idas ao Dedo (e outras baladinhas),

por tudo. Valeu!!!

Mari, depois de tantos anos fico feliz em dizer: aprendi a ser sua amiga. Porque

amigo está sempre junto, na alegria e na tristeza, na república ou em casa, no

trabalho ou no “happy hour”, o importante é saber ouvir e ajudar, é saber apoiar e

entender. E isso, nós aprendemos, né?!

Vivi, não sei nem como agradecer tanta amizade, tantas conversas, tantas broncas

necessárias, tantas risadas e mais risadas. Você é uma pessoa que ilumina tudo ao

seu redor. Queria que você tivesse a certeza que sua luz continua chegando aqui em

São Paulo, via email, via telefone, via telepatia...

Marcão, já disse uma vez e repito, se aprendi e fiz tudo o que está aqui foi graças a

você e sua ajuda. A gente até some de vez em quando, mas de repente alguém pára e

escreve para lembrar o outro que a amizade está acima de todo o monte de

trabalho.

À amiga Silvia, um presente que recebi na hora em que eu mais precisava, um

empurrão que me fez andar vários anos pra frente. Obrigada!

À ex-aluna que hoje é uma grande amiga Letícia, se alguém um dia acreditou em mim

foi você. E se alguém acredita em você sou eu, segue seu caminho, porque seu futuro

será brilhante, tenho certeza!

Aos amigos de faculdade: Bioka, But’s, Carol, Cururu, Garibas, Guiga, Gump, Kitty,

Kussô, Minnie, Mikuin, Nicole, Waleska, Xeila. Seja da turma que for, falando

sempre ou só de vez em quando, o importante é a amizade e o companheirismo.

Aos amigos da turma: Val, Grego, Giovanni, Nato, Taci, Pri, Alê, Caio, Vivi, Arthur,

Grillo, Cipola, Ozinho, Paulo, Ciça, Gé, Douglas, Simone, Alex, Michele, Alex,

Matheus, Lucas, Rodolpho, Pat, Gigio, Luciana, Érika, Lourenço, Flávia, Marcão,

Mirela e todos os lambers. Porque amigos como vocês fazem a gente ver que nada é

tão ruim que seja eterno, que sempre tem uma luz no fim do túnel, e que no final do

ano estamos todos reunidos.

Amiga Alê, mesmo sem a gente conversar muito nos últimos tempos nossa amizade

está acima de tudo, basta sobrar uns minutos que as fofocas ficam em dia.

Amiga Sandra, sempre companheira, para um cinema, para um chopp, para comer um

chocolate, ler e discutir sobre um bom livro, tanto faz, desde que a gente esteja

conversando está ótimo!

Meus primeiros alunos, em especial, Aline, Amanda, André, Bruno, Flávio, Guilherme,

Gonzo, Letícia, Luna, Márcia, Mariana, Natália, Roberta, Shellen, vocês me fizeram

ver que a amizade não tem preconceito.

Ao Departamento ao Programa de Pós-graduação Reprodução Animal por me acolher

por todos esses anos. Assim como à Faculdade de Medicina e Veterinária e

Zootecnia da Universidade de São Paulo, meu lar e meu orgulho. Passei mais horas da

minha vida aqui do que consigo contar. Sou muito feliz por isso!

À FAPESP pelo apoio financeiro, fornecendo a bolsa que permitiu a execução deste

trabalho.

E por fim, agradeço a Murphy e suas bem humoradas leis, afinal “Se alguma coisa

tem a mais remota chance de dar errado, certamente dará”.

“E agora, José?

A festa acabou,

a luz apagou,

o povo sumiu,

a noite esfriou,

e agora, José?

e agora, você? (...)”

(Carlos Drummond de Andrade)

“A dor é inevitável

O sofrimento é opcional”

(Carlos Drummond de Andrade)

RESUMO

NICACIO, A. C. Avaliação do desenvolvimento após a criopreservação de

embriões bovinos produzidos in vitro. [Evaluation of development after

cryopreservation of in vitro bovine produced embryos]. 2008 109f. Tese (Doutorado em

Medicina Veterinária) - Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de

São Paulo, São Paulo, 2008.

A ineficiência dos protocolos de criopreservação limita o uso em larga escala da

produção in vitro de embriões bovinos. O objetivo deste trabalho foi identificar os danos

causados pela criopreservação e pelo cultivo embrionário de embriões bovinos

produzidos in vitro após a descongelação, avaliando a morfologia, a expressão gênica e

o desenvolvimento in vitro antes e após a criopreservação. Complexos cummulus-

oócitos foram maturados, fecundados e cultivados in vitro. Blastocistos expandidos

(n=600) obtidos entre os dias 7 e 9 de cultivo (fecundação D0) foram submetidos a

congelação controlada (grupo controlado: 10% de etileno glicol (EG) por 10 minutos,

1,2

o

C por minuto), congelação rápida (grupo rápido: 10% de EG por 10 minutos , 20%

de EG + 20% de Glicerol (Gli) por 30 segundos) ou vitrificação (grupo vitrificação: 10%

de EG por 10 minutos, 25% EG + 25% Gli por 30 segundos). Os embriões do grupo

controle não foram expostos a crioprotetores e nem a protocolos de criopreservação,

sendo avaliado o índice de eclosão 12 dias após a fecundação (46,09%). As palhetas

para os protocolos de congelação rápida e vitrificação foram mantidas em vapor de

nitrogênio líquido (0,8cm sobre o líquido) por 2 minutos e imersas no nitrogênio líquido.

Os embriões foram descongelados por 10 segundos em ar e 20 segundos em banho-

maria a 25

o

C. Os embriões foram reidratados em solução de PBS + 0,2% de BSA +

0,3M de sacarose e em solução de PBS + 0,2% de BSA ambos por 3 minutos. Para

avaliar o desenvolvimento, os embriões, após a descongelação, foram co-cultivados

com células da granulosa em meio TCM199 ou SOFaa por 4 dias. Os dados foram

analisados com o aplicativo PROC MIXED do programa SAS Sistems for Windows®. O

grupo controlado apresentou índices de eclosão de 44,65% ± 5,94 e 11,65 ± 3,37 para

o meio TCM199 e para o meio SOFaa, respectivamente. Embriões do grupo rápido não

apresentaram eclosão, independente do meio de cultivo. O grupo vitrificação

apresentou índices de eclosão de 9,43% ± 6,77 e 8,67% ± 4,47, respectivamente, em

meio TCM199 e SOFaa. Os valores foram significativos quando p<0,05. O grupo

controlado apresentou diferença em relação aos outros grupos em ambos os meios de

cultivo. No meio TCM199 os índices de re-expansão e eclosão foram mais altos. Para a

análise da expressão gênica, 2 pools de 10 blastocistos expandidos de embriões

frescos e criopreservados (congelação controlada) foram utilizados para a extração de

RNA. Foi feita reação de Transcrição Reversa (RT-PCR) e de PCR em Tempo Real. Os

resultados da reação de PCR em Tempo Real demonstraram que a quantidade de

material não foi suficiente para a amplificação de produtos em todas as reações.

Concluindo, o meio de cultivo TCM199 exerce influência sobre o desenvolvimento

embrionário após a criopreservação, sendo mais apropriado do que o meio SOFaa. E,

para proceder a análise da expressão gênica pela reação de PCR em Tempo Real é

necessário número maior de blastocistos expandidos.

Palavras-chave: Criopreservação. Embriões bovinos. Fecundação in vitro. Expressão

gênica. Cultivo embrionário.

ABSTRACT

NICACIO, A. C. Evaluation of development after cryopreservation of in vitro bovine

produced embryos. [Avaliação do desenvolvimento após a criopreservação de

embriões bovinos produzidos in vitro]. 2008 109f. Tese (Doutorado em Medicina

Veterinária) - Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São

Paulo, São Paulo, 2008.

The inefficiency of embryo cryopreservation protocols limits the broad use of in vitro

production (IVP) of bovine embryos. The aim of this work was to identify the damage

caused by cryopreservation and embryo culture of in vitro produced bovine embryos

after thawing by morphological analysis, gene expression and in vitro development

before and after cryopreservation. Cummulus-oocyte complexes were in vitro matured,

fertilized and cultured. Expanded blastocysts (n= 600) harvested on days 7-9 were

submitted controlled freezing [controlled group: 10% ethylene glycol (EG) for 10 minutes

and 1.2

o

C per minute cryopreservation], quick-freezing [quick group: 10% EG for 10

minutes, 20% EG + 20% Glycerol (Gly) for 30 seconds] or vitrification [vitrification group:

10% EG for 10 minutes, 25% EG + 25% Gly for 30 seconds] protocols. The embryos of

the control group were not exposed to cryoprotectant or crypreservation method and the

hatching rate was evaluated on day12 post-insemination. The straws (quick and

vitrification groups) were first placed on nitrogen vapor (0.8 cm over the liquid nitrogen)

for 2 minutes and than immersed in liquid nitrogen. Embryos were thawed in air for 10

seconds followed by 25

o

C water bath for 20 seconds. Embryos were rehydrated in PBS

+ 0.2% BSA + 0.3M sucrose for 3 minutes and PBS + 0.2% BSA for the same time. In

order to evaluate development of frozen-thawed embryos they were cocultured on

granulosa cells in TCM 199 or SOFaa for 4 days. Hatching rate of control group was

46.09%. Data was analyzed by PROC MIXED model of SAS Sistems for Windows®.

Controlled group hatching rate was 44.65% ± 5.94 and 11.65% ± 3.37 for TCM 199 and

in SOFaa, respectively. Embryos submitted to quick group did not hatch regardless of

culture condition. Vitrification group showed hatching rates of 9.43% ± 6.77 and 8.67%

± 4.47, respectively, in TCM 199 and SOFaa., and values were significant at p<0.05.

The controlled group showed difference between the other groups of cryopreservation in

both medium (TCM 199 and SOFaa). However, TCM 199 showed high rates of re-

expansion and hatching. To gene expression analysis, 2 pools of 10 expanded

blastocysts of fresh and cryopreserved embryos (controlled freezing) was used to RNA

extraction, Reverse Transcription PCR (RT-PCR) was done and submitted to a Real

Time PCR. The results of the Real Time PCR showed that the amount of material was

not enough to the amplification of products in all reactions. In conclusion, the culture

medium influences the embryo development after the cryopreservation being TCM199

more appropriate than SOFaa. And more number of expanded blastocysts is necessary

to analysis the gene expression in a Real Time PCR reaction.

Key words: Cryopreservation. Bovine embryos. In vitro production. Gene expression.

Embryo culture.

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO.........................................................................................18

2 REVISÃO DE LITERATURA...................................................................20

2.1 Panorama da produção in vitro de embriões...........................................21

2.2 Desenvolvimento embrionário.................................................................22

2.3 Efeitos do cultivo in vitro sobre a qualidade embrionária........................24

2.4 Diferenças entre embriões produzidos in vitro e in vivo..........................27

2.5 Criopreservação de embriões.................................................................28

2.6 Fatores que influenciam a criopreservação de embriões........................29

2.7 Danos que a criopreservação pode causar aos embriões......................30

2.8 Estratégias para evitar os danos embrionários durante a

criopreservação.......................................................................................33

2.9 Congelação controlada............................................................................34

2.10 Vitrificação...............................................................................................36

2.11 Análise da qualidade embrionária...........................................................39

2.12 Expressão gênica: análise e sua importância.........................................41

3 OBJETIVO..............................................................................................46

4 HIPÓTESE..............................................................................................48

5 MATERIAL E MÉTODO..........................................................................50

5.1 Produção de embriões............................................................................51

5.2 Preparo de placas de co-cultivo..............................................................52

5.2.1 Placas de co-cultivo para produção de embriões...................................52

5.2.2 Placas de co-culitivo para embriões criopreservados e descongelados.53

5.3 Exposição dos embriões aos crioprotetores...........................................53

5.4 Criopreservação......................................................................................54

5.4.1 Método controlado..................................................................................54

5.4.2 Congelação rápida..................................................................................54

5.4.3 Vitrificação...............................................................................................55

5.5 Descongelação dos embriões e remoção do crioprotetor.......................55

5.6 Cultivo embrionário..................................................................................55

5.7 Análise da expressão gênica...................................................................56

5.8 Análise estatística....................................................................................57

6 DELINEAMENTO EXPERIMENTAL.......................................................58

6.1 Experimento 1: Avaliação da sobrevivência dos embriões à exposição

aos crioprotetores....................................................................................59

6.2 Experimento 2: Avaliação da sobrevivência dos embriões à

criopreservação.......................................................................................59

6.3 Experimento 3: Análise da expressão gênica em embriões

criopreservados e frescos.......................................................................60

7 RESULTADOS .......................................................................................61

7.1 Experimento 1: Avaliação da sobrevivência dos embriões à exposição

aos crioprotetores....................................................................................62

7.2 Experimento 2: Avaliação da sobrevivência dos embriões à

criopreservação.......................................................................................63

7.3 Experimento 3: Análise da expressão gênica em embriões

criopreservados e frescos.......................................................................65

8 DISCUSSÃO...........................................................................................70

9 CONCLUSÕES........................................................................................82

REFERÊNCIAS.......................................................................................84

ANEXOS.................................................................................................95

Introdução

Nicacio, A. C. Introdução

19

1 INTRODUÇÃO

A inseminação artificial, a transferência de embriões e a fecundação in vitro

são biotécnicas reprodutivas que vêm incrementando a produção animal. Estas

biotécnicas permitem a produção de grande número de embriões, sendo possível

produzir 1,5 bezerros por semana por vaca com a fecundação in vitro ou 30 bezerros

por vaca por ano com a transferência de embriões ou 1 bezerro por ano por vaca com a

inseminação artificial. Entretanto, existem limitações, pois este grande número de

embriões produzidos in vitro exige número compatível de receptoras para gestá-los.

Assim, a criopreservação de embriões produzidos in vitro é uma facilidade para o

manejo de embriões e receptoras.

Vários fatores influenciam a criopreservação de embriões como a

composição dos meios de manutenção, os crioprotetores e as suas concentrações, o

tempo de equilíbrio e de reidratação, a velocidade de resfriamento e aquecimento e as

condições de cultivo.

Embriões produzidos in vivo e in vitro diferem em alguns aspectos quanto à

morfologia, a velocidade de desenvolvimento, o metabolismo e a expressão gênica.

Devido a estas diferenças, os embriões produzidos in vitro são mais sensíveis à

congelação, portanto são necessárias adaptações das técnicas de congelação de

embriões produzidos in vivo para embriões produzidos in vitro.

A viabilidade in vitro dos embriões após a criopreservação, avaliada pelos

índices de eclosão, é uma das maneiras de estudar os efeitos da criopreservação de

embriões, sendo muito empregada nestas pesquisas. Porém, da mesma maneira que o

cultivo in vitro causa alterações morfológicas, metabólicas e moleculares antes da

criopreservação, também causa alterações após a criopreservação. Portanto, analisar

estes efeitos do cultivo após a criopreservação faz-se necessário para adaptar esta

técnica, permitindo resultados mais precisos.

20

Revisão de Literatura

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

21

2 REVISÃO DE LITERATURA

2.1 Panorama da produção in vitro de embriões

Nos últimos trinta anos, a transferência de embriões vem crescendo e

tornando-se uma indústria em que mais de 500.000 embriões são colhidos e

transferidos ou criopreservados por ano. Atualmente, acima de 50% dos embriões são

criopreservados (HASLER, 2001). Segundo dados publicados pela Sociedade

Internacional de Transferência de Embriões (IETS), em 2003 foram transferidos

106.220 embriões produzidos in vitro no mundo, o que representa um aumento muito

grande em relação aos anos anteriores, embora apenas uma pequena porcentagem de

vacas receba embriões produzidos in vitro ao redor do mundo (HANSEN, 2006).

A produção in vitro de embriões bovinos a partir de oócitos imaturos é um

procedimento de rotina em pesquisas de transgenia, clonagem e áreas relacionadas

com a biologia da reprodução. Este recurso vem sendo utilizado comercialmente em

programas de reprodução em gado (KRISHER; BAVISTER, 1998; KHURANA;

NIEMANN, 2000a; BARD, et al., 2006).

Essa metodologia, incluindo a maturação e a fecundação de oócitos

recuperados de pequenos (3 – 5mm) e médios (6 – 10mm) folículos, geralmente

apresenta taxa de blastocisto em torno de 30 a 40% (HYTTEL et al., 1997; MOHAN et

al., 2002), sendo que após o cultivo in vitro apenas 50% dos embriões resultam em

prenhezes após a transferência (MOHAN et al., 2002). Este sucesso limitado

provavelmente deve-se à população heterogênea dos oócitos (HYTTEL et al., 1997).

Existem muitas razões para que a produção in vitro de embriões ainda não

tenha realmente penetrado na indústria de produção de gado, sendo que parte destas

razões não está diretamente relacionada com a técnica em si. Podemos citar como

limitações ao emprego da técnica o alto custo de produção, condições subótimas de

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

22

sobrevivência embrionária e fetal e, ocasionalmente, a ocorrência de anomalias nos

animais produzidos (HANSEN, 2006).

2.2 Desenvolvimento embrionário

Muitos eventos importantes ocorrem durante o desenvolvimento embrionário

desde a fase de zigoto até a formação do blastocisto. Isto inclui a primeira clivagem,

que é uma fase crítica para determinar o desenvolvimento subseqüente do embrião; a

ativação do genoma embrionário, no estágio entre 8 e 16 células; a compactação da

mórula no dia 5, que envolve o estabelecimento do primeiro contato íntimo célula-célula

do embrião e a formação do blastocisto entre os dias 6 e 7, que estabelece a

diferenciação de dois tipos celulares, o trofectoderma e a massa celular interna (quando

se trata de embriões bovinos) (LONERGAN et al., 2003).

O desenvolvimento pré-implantacional em mamíferos é caracterizado por três

fases transitórias que ocorrem após a fecundação: a transição do controle genômico do

oócito para o embrião, a compactação e a diferenciação da mórula para blastocisto

(KANKA et al., 2003).

O desenvolvimento de oócitos fecundados requer a expressão orquestrada

de genes específicos. Na maioria dos mamíferos, incluindo os bovinos, após a

fecundação, o zigoto sofre várias clivagens, compactação e forma uma cavidade,

originando o blastocisto e eclode (MOHAN et al., 2002; PONSUKSILI et al., 2002).

Estes processos são regulados por diferenciadas expressões de importantes genes de

desenvolvimento (PONSUKSILI et al., 2002). Estes eventos são mantidos inicialmente

por transcritos e proteínas sintetizadas durante a oogênese (transcritos maternos),

antes do estágio em que o genoma embrionário é ativado (MOHAN et al., 2002). A

ativação do genoma embrionário é acompanhada por mudanças globais na expressão

gênica, que é imposta pela formação de estados de repressão transcripcional (KANKA,

et al., 2003). Na espécie bovina ocorre entre o estágio de 8 e 16 células (NATALE et al.,

2001; MOHAN et al., 2002; KANKA et al., 2003). Existem ainda genes que são

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

23

expressos no estágio de blastocisto e não no estágio de mórula e são funcionalmente

candidatos a regular os processos que ocorrem na fase de diferenciação celular e

implantação, um evento do desenvolvimento que tem grande porcentagem de

mortalidade embrionária (PONSUKSILI et al., 2002). O desenvolvimento depende do

sucesso em controlar os momentos temporal e espacial da expressão após a ativação

do genoma embrionário (MOHAN et al., 2002). Claramente, qualquer modificação nas

condições de cultivo pode afetar um ou todos estes processos, tendo efeito sobre a

qualidade embrionária (RIZOS et al. 2003).

O desenvolvimento inicial de embriões pré-implantacionais em mamíferos é

governado por genes transcritos e polipeptídios produzidos e estocados pelo oócito

durante o seu desenvolvimento (HYTTEL et al., 2000; MOHAN et al., 2002). Entretanto,

no decorrer das três primeiras clivagens, o controle do desenvolvimento é tomado pela

expressão de porções do genoma embrionário, assim como os transcritos e as

proteínas maternos são gradualmente degradados. Esta transição é um fenômeno

gradual (HYTTEL et al., 2000).

Para o desenvolvimento adequado, um embrião precisa estar apto a ajustar

sua fisiologia em resposta aos sinais regulatórios maternos ou outras mudanças no seu

ambiente. Enquanto o progresso programado da ativação do genoma de embriões

bovinos vem sendo estudado, pouco se sabe sobre, quando no desenvolvimento o

genoma embrionário pode responder transcripcionalmente a sinais regulatórios ou

perturbações no seu microambiente como calor, baixas de pH, anoxia, entre outros

fatores (CHANDOLIA et al., 1999).

Assim, foram encontrados estudos na literatura sobre o cultivo embrionário e

suas influências. Estes estudos demonstraram que para cada estágio de

desenvolvimento embrionário diferentes condições de cultivo como as proteínas dos

meios de cultivo, concentração de CO

2

e a presença/ausência de células do oviduto ou

granulosa são necessários (SILVA; METELO, 2005).

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

24

2.3 Efeitos do cultivo in vitro sobre a qualidade embrionária

Embora muitos progressos venham sendo feitos, os índices de produção de

embriões ainda são baixos, ficando em torno de 10 a 20% dos oócitos submetidos ao

processo de produção in vitro. Incrementar a eficiência e identificar variações nos

sistemas de produção são, realmente, pontos importantes pois, comercialmente, estão

sendo utilizados oócitos e espermatozóides oriundos de animais de grande mérito

genético (MARQUANT-LEGUIENNE; HUMBLOT, 1998).

Entre todos os estágios envolvidos na produção in vitro de embriões, o

cultivo embrionário é o que mais varia de toda a técnica e o que exerce maior efeito no

desenvolvimento, morfologia e metabolismo, uma vez que os embriões permanecem

neste meio por até oito dias (THOMPSON, 1997).

A produção in vitro expõe os embriões a uma grande variedade de estresses

que normalmente não ocorrem no desenvolvimento in vivo. Em ruminantes,

prolongados períodos de cultivo in vitro são associados com aumento da mortalidade

fetal e dos riscos de anormalidades nos fetos. Mesmo com os mais eficientes sistemas

de cultivo, grande proporção de zigotos apresenta falhas de desenvolvimento e

diferentes padrões de expressão de importantes genes (FONTANIER-RAZZAQ et al.,

2001).

Os sistemas de cultivo podem silenciar ou aumentar a expressão de um gene

particular durante um momento crítico da fase de desenvolvimento. Um possível

mecanismo é que as condições de cultivo alterem a taxa de degradação do RNAm,

afetando a metilação e a expressão. Outra opção é que as condições de cultivo podem

induzir a expressão de genes de morte celular, resultando em perdas embrionárias e

fetais (NIEMANN; WRENZYCKI, 2000).

Estudos indicam que o cultivo de embriões em estágio pré-implantacional

pode gerar modificações epigenéticas aberrantes nos genes. Após a transferência dos

embriões cultivados in vitro, estas alterações podem ser mantidas somaticamente,

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

25

podendo afetar a expressão gênica em estágios mais avançados de desenvolvimento

pós-implantacional (KHOSLA et al., 2001).

Os efeitos deletérios do cultivo em condições subótimas são refletidos em

modificações na expressão gênica dos embriões. Estes efeitos deletérios podem ser

percebidos pela dificuldade dos embriões em serem criopreservados ou estabelecerem

gestações ou, como vem sendo verificado em ruminantes, produzirem fetos de

tamanhos anormais (LONERGAN et al., 2003).

Para contornar estes problemas e dificuldades pode-se melhorar a qualidade

dos embriões com métodos apropriados de produção embrionária (VAJTA et al., 1999).

Uma grande variedade de sistemas de cultivo vem sendo utilizada para a

produção de embriões in vitro, tanto com o propósito comercial quanto experimental

(MARQUANT-LEGUIENNE; HUMBLOT, 1998).

Existem, essencialmente, dois sistemas de cultivo: co-cultivo e meios

definidos (ou semidefinidos). O co-cultivo pode ser feito em meio TCM199 ou Menezo

B2, comumente suplementado com soro, sendo o soro fetal bovino o mais usado. As

células somáticas mais utilizadas são células da granulosa bovina, células epiteliais de

oviduto bovino ou células BRL (buffalo rat liver). Sistemas de cultivo sem suporte de

células somáticas são geralmente referidos como sistemas semidefinidos ou definidos,

dependendo da presença de soro (ou proteínas) ou da suplementação com

macromoléculas sintéticas. A principal diferença entre os sistemas definidos e o co-

cultivo é a concentração de cada componente maioritário conhecido antes da adição

dos embriões (sem o uso do soro). Dentre os componentes adicionados aos meios para

melhorar o desenvolvimento, a proteína (geralmente albumina sérica) e o soro parecem

exercer a maior influência sobre o desenvolvimento embrionário, morfologia e

metabolismo (THOMPSON, 1997).

Os efeitos benéficos do soro são vários como o suprimento de nutrientes,

vitaminas, fatores de crescimento, hormônios e componentes antioxidantes. Porém, as

atividades biológicas do soro variam conforme o lote, havendo risco de contaminação

viral ou por micoplasma. Enquanto, o co-cultivo com células somáticas pareceu uma

possibilidade de contornar a fase de bloqueio de embriões bovinos, seu preparo parece

consumir mais tempo. Além disso, tanto o soro quanto o co-cultivo podem contribuir

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

26

para alterações embrionárias na expressão gênica e no desenvolvimento fetal (HOSHI,

2003).

Embriões de ruminantes têm o desenvolvimento até o estágio de oito células

semelhante, tanto in vivo quanto in vitro. Porém, a partir deste momento, que é quando

ocorre a ativação do genoma embrionário, o desenvolvimento in vitro passa a ser mais

lento. A adição de soro serve para contornar este problema, acelerando o

desenvolvimento embrionário pré-compactação. Entretanto, o soro influencia, ainda, os

níveis de apoptose, que pode ser determinante para o número de células e sua

localização na massa celular interna e trofectoderma (THOMPSON, 1997).

A presença do soro nos meios de cultivo pode induzir ao acúmulo anormal

de lipídeos. Como embriões bovinos com maior acúmulo de lipídeos são mais sensíveis

a criopreservação, esta criosensibilidade de embriões bovinos produzidos in vitro na

presença de soro pode ser alterada pela remoção do excesso de lipídeos (HOSHI,

2003).

Embriões bovinos pré-implantacionais podem se adaptar a uma enorme

variedade de condições adversas ou inadequadas de cultivo. A exposição prolongada

às condições in vitro provoca alterações substanciais nos padrões de expressão gênica,

sendo a magnitude destas alterações dependentes da composição dos meios e das

condições de cultivo. Estas alterações podem afetar o desenvolvimento embrionário e

fetal (OLIVEIRA et al., 2005). E, ainda, o cultivo pode exercer efeito significativo sobre o

metabolismo embrionário, alterando a qualidade embrionária (RIZOS et al., 2002).

Os meios de cultivo para produzir embriões não influenciam apenas o

desenvolvimento embrionário, mas também a sobrevivência embrionária após a

descongelação. Embora embriões produzidos in vitro tenham sido preservados pela

congelação controlada ou, ainda pela vitrificação, a viabilidade embrionária varia muito

conforme o protocolo de produção de embriões (NEDAMBALE et al., 2004).

Acredita-se que são as condições insuficientes de cultivo levam a tantas

alterações nos embriões produzidos in vitro. Dessa forma, melhorar as condições de

cultivo pode levar ao aumento dos índices de sobrevivência embrionária após a

criopreservação (VAJTA, 1996).

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

27

Porém, ainda há muito a ser descoberto sobre a relação entre os embriões

pré-implantacionais e o ambiente (trato reprodutivo feminino ou meio de cultivo) para

melhorar a qualidade de desenvolvimento dos embriões (KRISHER; BAVISTER, 1998).

2.4 Diferenças entre embriões produzidos in vitro e in vivo

Embriões produzidos in vitro diferem dos produzidos in vivo, apresentando

citoplasma mais escuro e menos denso; blastômeros mais intumescidos; taxa de

crescimento mais lento (FAIR et al., 2001); diferenças morfológicas, bioquímicas e

metabólicas (NIEMANN; WRENZYCKI, 2000; MOHAN et al., 2002; LONERGAN et al.,

2006) e maior sensibilidade a congelação, tendo menor habilidade para suportar a

criopreservação (FAIR et al., 2001; LEONI, et al., 2002). E, ainda, apresentam zona

pelúcida mais frágil e reduzida expressão de junções comunicantes intracelulares

(LONERGAN et al., 2006). Além de taxas de prenhez significativamente menores do

que os embriões produzidos in vivo (KHURANA; NIEMANN, 2000b; DOBRINSKY,

2002), além de alterações cromossômicas, baixos índices de prenhez após a

transferência e aumento do peso dos bezerros (TESFAYE et al., 2003).

Estas diferenças são resultantes de condições subótimas de cultivo

(TESFAYE et al., 2003) associado ao emprego de meios inadequados na produção in

vitro e podem estar presentes em todos os estágios do desenvolvimento, desde a

maturação oocitária até o nascimento do bezerro (VAJTA et al., 1997). Este fenômeno

pode resultar em mudanças qualitativas e quantitativas no padrão de expressão gênica

em comparação com embriões produzidos in vivo (TESFAYE et al., 2003). Embriões

bovinos apresentam sensibilidade durante o desenvolvimento após a fecundação que

se manifesta em termos de qualidade dos blastocistos (LONERGAN et al., 2003).

Embriões pré-implantacionais mamíferos são mais sensíveis durante as primeiras

clivagens, podendo as aberrações na expressão gênica no estágio de blastocisto ser

reflexo de traumas do desenvolvimento inicial (GARDNER; LANE, 2005).

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

28

Muitos estudos vêm indicando as alterações que o cultivo exerce sobre a

qualidade dos embriões. Estudos têm comparado embriões produzidos in vitro e in vivo

e vêm demonstrando inúmeras diferenças e alterações. As diferenças ultra-estruturais

podem justificar a variação de criotolerância. Além disso, as diferenças de expressão

gênica podem justificar a variação na qualidade (RIZOS et al., 2002).

Entre as muitas diferenças encontradas entre os embriões produzidos in vivo

e in vitro que podem influenciar a sobrevivência após a criopreservação pode-se citar a

demora na compactação dos blastômeros, alterações na expressão gênica e maior

quantidade de lipídios dos embriões produzidos in vitro. Estas, por sua vez, podem

contribuir para o aumento da sensibilidade térmica dos embriões produzidos in vitro em

relação aos produzidos in vivo (PUGH; TERVIT; NIEMANN, 2000).

As taxas de prenhez com embriões produzidos in vitro e transferidos a fresco

e de embriões produzidos in vivo e transferidos após a descongelação são semelhantes

e constantes, ficando em torno de 60 a 70%, enquanto que para embriões produzidos in

vitro e criopreservados, estes valores são inconstantes e mais baixos (SOMMERFELD;

NIEMANN, 1999).

2.5 Criopreservação de embriões

A criopreservação de embriões é de fundamental importância para facilitar a

difusão do material genético superior dos animais em larga escala. Além disso, favorece

o armazenamento dos embriões por longos períodos com reduzida perda da

capacidade de desenvolvimento (KAIDI et al., 1999), permite o transporte do material

genético pelo mundo, desenvolvimento de bancos de material genético de

acasalamentos diferentes (FAHNING; GARCIA, 1992).

Assim, para maior flexibilidade, é essencial que os embriões possam ser

estocados em nitrogênio líquido (KHURANA; NIEMANN, 2000a). O maior obstáculo

para a utilização extensiva da produção in vitro de embriões bovinos com propósitos

comerciais é a criopreservação (VAJTA et al., 1999). Vêm sendo relatados sucessos na

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

29

criopreservação de embriões totalmente produzidos in vitro, resultando em prenhez e

nascimento, assim como nos testes in vitro e in vivo de viabilidade após a

descongelação (MASSIP et al., 1993). Entretanto, os resultados ainda são

inconsistentes (LIEBERMANN et al., 2002).

Primeiramente, os embriões são expostos e equilibrados com o crioprotetor.

Embriões expostos a crioprotetores permeáveis encolhem, perdendo água até atingirem

um ponto de equilíbrio. Este encolhimento ocorre devido a uma hiperosmolaridade

inicial da solução extracelular e ao fato dos embriões serem muito mais permeáveis a

água do que aos crioprotetores. O encolhimento pára quando é atingido um equilíbrio

entre a saída de água e a entrada de crioprotetor no embrião. Conforme os aditivos

entram no embrião, este gradualmente re-expande porque ocorre entrada de água para

manter o equilíbrio osmótico (FAHNING; GARCIA, 1992).

Uma das maneiras de solucionar o problema da criopreservação de embriões

produzidos in vitro é encontrar um método ou protocolo mais adequado para estes

embriões (VAJTA, 1996).

2.6 Fatores que influenciam a criopreservação de embriões

Extensas pesquisas a campo têm demonstrado que a criopreservação de

embriões pode ser influenciada por muitos fatores, incluindo a espécie, o estágio

embrionário, os crioprotetores (DOBRINSKY, 1996), a composição do meio de

manutenção, o tempo de equilíbrio e rehidratação, as taxas de resfriamento e

aquecimento e as condições de cultivo após a criopreservação (VAJTA et al., 1999).

Assim como, a origem de produção destes embriões, pois embriões produzidos in vitro

têm se mostrado mais sensíveis a criopreservação do que embriões produzidos in vivo

(GEORGE; et al. 2006).

Tem sido relatado que a congelação e a descongelação diminuem a

viabilidade embrionária, o que vem sendo atribuído aos danos físicos e químicos

induzidos pelo processo. Estes danos podem ser conseqüência da ação tóxica dos

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

30

crioprotetores que penetram as células durante o processo de solidificação. Esta injúria

pode provocar a morte das células, afetando a viabilidade e o desenvolvimento

embrionário (MARQUEZ-ALVARADO, 2004).

Podemos citar como fatores que influenciam a sobrevivência embrionária a

concentração e composição dos crioprotetores, o procedimento de diluição do

crioprotetor após a descongelação e as condições de congelação e descongelação

(SILVA; METELO, 2005).

A melhor viabilidade de embriões ovinos e bovinos quando criopreservados

em estágio de blastocisto expandido em comparação com o estágio de mórula

provavelmente está relacionada ao aumento de sua tolerância ao processo após a

formação da blastocele (LEONI et al., 2002).

Sabe-se que a zona pelúcida, após a fecundação, tem dupla função, atua no

controle de patógenos e no transporte e difusão de nutrientes pelos seus poros.

Portanto, a zona pelúcida pode favorecer ou prejudicar o crescimento e o

desenvolvimento embrionário. Desta forma, quando as etapas da criopreservação

causam danos à zona pelúcida, estes podem ser irreversíveis, prejudicando o posterior

desenvolvimento embrionário (SILVA; METELO, 2005).

A origem dos embriões também exerce influência sobre os resultados. A

criopreservação de embriões produzidos in vivo tem permitido alcançar taxas de

prenhezes equivalentes às taxas de embriões frescos. Entretanto, os métodos

empregados para embriões produzidos in vivo não se mostraram tão satisfatórios para

embriões produzidos in vitro (LEIBO; LOSKUTOFF, 1993).

2.7 Danos que a criopreservação pode causar aos embriões

Grande parte das pesquisas em criobiologia está direcionada em entender os

mecanismos de danos celulares durante a congelação e descongelação. Dessa forma,

entende-se que existem dois mecanismos de danos celulares: químico, como

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

31

conseqüência da desidratação das células; e físico, causado pela formação de cristais

de gelo durante o processo (TAKAMATSU; RUBINSKY, 1999).

Muitos tipos de danos podem ainda ser citados como sendo causados pela

criopreservação, incluindo o estresse de resfriamento, lesões causadas pelos cristais de

gelo, estresse osmótico, efeito solução e estresse oxidativo (GEORGE et al., 2006).

A sensibilidade dos embriões produzidos in vitro está relacionada com vários

fatores, como a estrutura da zona pelúcida, menor compactação das mórulas,

sensibilidade ao resfriamento, aparência escura e aumento da densidade.

Provavelmente, estas diferenças são causadas pela alta proporção lipídeos : proteínas

que pode levar à formação de grande quantidade de gelo intracelular (VAJTA, 1996).

Pode-se verificar outros danos que a criopreservação causa aos embriões.

Mudanças ultra-estruturais, assim como, danos aos microvilos da membrana

plasmática, encolhimento das mitocôndrias, acúmulo de debris e diminuição dos

contatos juncionais entre as células do trofoblasto são alguns exemplos (SILVA;

METELO, 2005).

Pouco se sabe sobre as mudanças físicas que aparentemente acontecem

após a congelação de embriões bovinos. Os crioprotetores podem causar toxicidade

química e injúrias osmóticas às células embrionárias (SILVA; METELO, 2005).

Um fator essencial para a sobrevivência embrionária após a congelação é a

penetração de crioprotetor no embrião, que pode aumentar com o tempo. Entretanto, a

ação tóxica do crioprotetor pode ser exacerbada com este aumento de tempo de

exposição. Portanto, o tempo ideal de exposição de cada solução deve ser ajustado em

função da penetração e da toxicidade do crioprotetor (TACHIKAWA et al., 1993).

Existem estudos sobre o comportamento das soluções crioprotetoras.

Durante a congelação de uma solução, a parte não congelada muda significativamente

suas propriedades físico-químicas, tensão superficial e interfacial. Além disso, a

estrutura da água e as interações soluto-água podem ser drasticamente alteradas e as

macromoléculas podem ser forçadas a se unirem em interações mais prováveis. Os

grupos hidrofóbicos interagem fracamente com a água adjacente, preferindo um

ambiente não aquoso. A água adjacente aos grupos hidrofóbicos assume maior grau de

estruturação do que a água pura, resultado de mudança termodinâmica não favorável

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

32

com o decréscimo de entropia. Para minimizar esta ocorrência, os grupos hidrofóbicos

tendem a agregar-se, diminuindo seu contato com a água, num processo chamado

interação hidrofóbica. Muitos componentes celulares – em particular as proteínas,

ácidos nucléicos e lipídeos polares – são anfipáticos e tendem a formar estruturas nas

quais as partes hidrofóbicas não polares são escondidas da água (CANEIRO; CAL-

VIDAL, 2000).

Estudos na área de criobiologia indicam que o mecanismo de dano durante a

congelação com resfriamento lento é químico e relacionado com a hipertonicidade da

solução extracelular durante a congelação. Entretanto, existem evidências de que o

mecanismo de danos pode estar relacionado, pelo menos em parte, a danos mecânicos

causados pela interação entre o gelo e as células. Este dano pode estar relacionado

com a deformação das células pelos cristais de gelo formados (TAKAMATSU;

RUBINSKY, 1999).

Durante o processo de resfriamento das células, acontecem danos devido à

formação progressiva de cristais de gelo no meio externo, com conseqüente aumento

da concentração de solutos não permeáveis no meio extracelular. Este dano causado

pela solução extracelular hipertônica pode ser químico e relacionado com mudanças no

volume celular induzido osmoticamente (TAKAMATSU; RUBINSKY, 1999).

Quando uma suspensão de células é congelada, há formação de cristais de

gelo primeiro no meio extracelular, diminuindo gradualmente, a quantidade de água não

congelada. Simultaneamente, durante o resfriamento, as células desidratam em função

de forças osmóticas resultantes da concentração de solutos extracelulares devido a

congelação. Se o resfriamento for lento, a solução intracelular vai, eventualmente,

passar por uma transição de solidificação assumindo um estado não cristalino, podendo

as células sofrer danos pelo chamado Efeito Solução. Se o resfriamento for rápido, a

solução intracelular vai cristalizar com concomitante injúria celular. Para uma velocidade

de resfriamento próxima do ótimo, a solução intracelular deve solidificar de maneira

total ou parcialmente vítrea. Em último caso, o citoplasma compromete a matriz

solidificada com gelo ou micro-cristais. Entretanto, existem muitos mecanismos de

danos celulares durante o processo de descongelação também. As crioinjúrias durante

o processo de descongelação são resultantes, em parte, da devitrificação da solução

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

33

intracelular, ou seja, da formação de novos núcleos de cristais de gelo ou crescimento

dos cristais já existentes (KARLSSON, 2001).

Carneiro e Cal-Vidal (2000), estudando a estruturação de cristais de gelo

visando a criopreservação de frutos tropicais, classificaram dois mecanismos que

podem promover dano à estrutura celular. O primeiro está relacionado com a

possibilidade de perfuração da membrana celular pelo cristal de gelo intracelular. O

segundo se relaciona com a quebra da parede celular pelos cristais formados no meio

extracelular. Podemos extrapolar este princípio de formação de cristais intra e

extracelular para células animais e, conseqüentemente, para os embriões.

2.8 Estratégias para evitar os danos embrionários durante a criopreservação

A meta é evitar condições hiperosmóticas e formação intracelular de cristais

de gelo, procurando adequar os processos de congelação e de descongelação na

presença de crioprotetores (MASSIP et al., 1989).

As estratégias para contornar estas injúrias são bem diferentes, podendo ser

o aumento da concentração da solução crioprotetora para prevenir a formação de

cristais de gelo ou a diminuição da concentração da solução para reduzir o efeito tóxico

(KASAI; ITO; EDASHIGE, 2002).

Uma possibilidade para contornar os problemas da criopreservação de

embriões produzidos in vitro é ajustar os métodos de criopreservação para atender as

necessidades destes embriões (VAJTA et al., 1999). Atualmente, existem duas

vertentes de estudo para criopreservação de embriões. A primeira vertente consiste na

congelação controlada (ou congelação lenta) que foi inicialmente estabelecida para

embriões de camundongos e depois aplicada em embriões bovinos produzidos in vivo.

A segunda vertente é a vitrificação que envolve a adição de altas concentrações de

crioprotetores e taxas de congelação muito rápidas, evitando a formação de cristais de

gelo (SILVA; METELO, 2005). Depois de muitas modificações na congelação

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

34

controlada, a vitrificação tem se mostrado uma alternativa para este propósito (VAJTA

et al., 1999).

Para aperfeiçoar as condições de criopreservação é essencial identificar os

mecanismos das injúrias que cada protocolo provoca sobre os embriões. Na

congelação controlada a maior causa de injúrias é a formação de cristais de gelo,

enquanto na vitrificação o efeito tóxico das soluções crioprotetoras muito concentradas

é o maior obstáculo (KASAI; ITO; EDASHIGE, 2002).

2.9 Congelação controlada

A congelação controlada tem produzido índices de prenhez em torno de 50 a

55% a campo para embriões produzidos in vivo (WALKER; CAMPOS-CHILLON;

SEIDEL, 2006).

As técnicas de criopreservação envolvem: adição de crioprotetor; congelação

do embrião com indução prévia da cristalização e estocagem em nitrogênio líquido;

descongelação do embrião e remoção do crioprotetor. Estes métodos envolvem a

penetração do crioprotetor em temperatura ambiente e a desidratação dos embriões

durante o processo de resfriamento e congelação, antes da imersão em nitrogênio

líquido (FAHNING; GARCIA, 1992).

O objetivo é retirar o máximo de água possível do embrião e, assim, prevenir

a formação de gelo intracelular enquanto o citoplasma super-resfria antes de congelar.

A indução da cristalização (seeding) induz a mudança de estado da água para gelo, o

que leva a um aumento da concentração de sais na solução. Uma vez que o gelo se

forma, os embriões congelam lentamente, permitindo a eles mudança de concentrações

osmóticas (FAHNING; GARCIA, 1992).

A velocidade lenta de resfriamento empregada visa manter o delicado

balanço entre vários fatores que podem causar danos como a formação de cristais de

gelo, injúrias osmóticas, efeito tóxico dos crioprotetores, concentração intracelular de

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

35

eletrólitos, injúrias do resfriamento, fratura da zona pelúcida e de embriões e alterações

de organelas intracelulares, citoesqueleto e contatos célula-célula (VAJTA, 2000).

As taxas de resfriamento foram adequadas para a remoção da água

intracelular do embrião, prevenindo as injúrias causadas pelos cristais de gelo,

enquanto minimizava-se o estresse tóxico/osmótico da exposição dos embriões a altas

concentrações de sais (CAMPOS-CHILLON et al., 2006).

Os protocolos de criopreservação foram desenvolvidos para prevenir a

formação de cristais de gelo intracelulares. A primeira estratégia (congelação

controlada) foi baseada no princípio da desidratação (CAMPOS-CHILLON et al., 2006),

produzindo um encolhimento gradual do embrião devido a saída de água do meio

intracelular, reduzindo o volume embrionário (FAHNING; GARCIA, 1992).

O protocolo mais usado envolve a exposição dos embriões à solução de

1,5M de etileno glicol, com ou sem 0,1M de sacarose. Os embriões são envasados em

palhetas de 0,25ml e mantidos a -6

o

C até a indução da cristalização. É feito, então, o

resfriamento a uma velocidade em torno de 0,6

o

C por minuto até atingir a temperatura

final ao redor de -32

o

C. As palhetas são imersas em nitrogênio líquido, onde

permanecem armazenadas (WALKER; CAMPOS-CHILLON; SEIDEL, 2006). Embora os

índices obtidos sejam aceitáveis e difíceis de superar em embriões produzidos in vivo

(VAJTA, 2000) existem limitações do emprego desta técnica, como o custo do

equipamento e a demora do processo (WALKER; CAMPOS-CHILLON; SEIDEL, 2006).

Enquanto estudos indicam que a congelação rápida pode ser benéfica para a

sobrevivência de embriões bovinos produzidos in vitro (MAHMOUDZADEH et al., 1995).

Mahmoudzadeh et al. (1994) sugerem que a baixa taxa de sobrevivência embrionária

após a congelação controlada não é devido ao protocolo, mas sim a alta sensibilidade

dos embriões produzidos in vitro ao processo.

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

36

2.10 Vitrificação

Rall e Fahy (1985) introduziram a vitrificação como método para

criopreservar embriões de mamíferos na ausência de gelo. Esta técnica reduz a

necessidade de equipamentos e diminui o custo e o tempo por embrião transferido

(DOBRINSKY, 2002).

A vitrificação pode ser definida como um processo físico, pelo qual uma

solução muito concentrada de crioprotetor solidifica durante a congelação, sem formar

cristais de gelo. A solução fica muito viscosa e assume um estado amorfo, denominado

vítreo, que mantém a distribuição iônica e molecular do estado líquido (DARVELID et

al., 1994). A vitrificação é caracterizada pela ausência total de cristais de gelo, tanto no

meio intracelular quanto no meio extracelular (LIEBERMANN et al., 2002).

Os protocolos de congelação rápida e vitrificação são estratégias

particularmente atrativas para criopreservar embriões porque são baratas, rápidas e

simples, porém, as soluções crioprotetoras apresentam altas concentrações de

crioprotetores, podendo ser tóxicas aos embriões. Assim, muitos esforços têm sido

feitos para melhorar estes protocolos (KULESHOVA et al., 2001).

Esta estratégia, denominada vitrificação, requer soluções muito viscosas,

taxas de resfriamento muito rápidas, pequenos volumes e soluções com altas

concentrações de crioprotetores para alterar o estado físico da solução, tornando-o

semelhante ao vidro (CAMPOS-CHILLON et al., 2006). A vitrificação é uma promessa,

pois, não há formação de cristais de gelo e como o resfriamento é feito rapidamente, há

menor dano pelo resfriamento (VAJTA, 1996).

A vitrificação requer altas concentrações de crioprotetores para atingir a

conformação vítrea. O sucesso da vitrificação requer o estabelecimento das

concentrações de crioprotetores, tempo e temperatura de exposição. Sendo que estas

condições ainda não foram estabelecidas para embriões em estágio de mórula, pois

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

37

neste estágio de desenvolvimento os embriões produzidos in vitro são mais sensíveis

aos crioprotetores (CAMPOS-CHILLON et al., 2006).

As altas concentrações de crioprotetor podem causar injúrias tóxicas e

osmóticas, sendo que a extensão desses danos depende da permeabilidade das

soluções usadas e do estágio de desenvolvimento embrionário (VAJTA, 1996). O maior

obstáculo para a vitrificação é a toxicidade das soluções crioprotetoras e depende não

apenas da concentração dos componentes permeáveis, mas também do tempo e da

temperatura de exposição (KASAI et al., 2002).

Existe uma questão a ser observada quando se estuda a vitrificação de

embriões, que são as diferentes soluções crioprotetoras e os diferentes recipientes que

vêm sendo empregados, dificultando o estabelecimento de um protocolo único.

Entretanto, os relatos de prenhezes após a vitrificação de embriões encorajam os

estudos desta técnica. É importante salientar, ainda, que os resultados ainda são

inconsistentes (LIEBERMANN et al., 2002).

A criopreservação pela vitrificação parece ser mais adequada para embriões

produzidos in vitro (KAIDI et al., 1999). O etileno glicol, por exemplo, é altamente

permeável, quando usado em altas concentrações como exige a vitrificação ele é

altamente tóxico. Por isso, recomenda-se a associação deste com outro crioprotetor

(VAJTA, 1996). Assim sendo, vêm sendo utilizadas associações de crioprotetores como

o glicerol (Gli) e propanodiol; o etileno glicol (EG), ficoll e sacarose; o etileno glicol (EG)

e dimetilsulfóxido (DMSO); o etileno glicol (EG), trealose e polivinilpirrolidona; o glicerol

(Gli) e etileno glicol (EG). Entretanto, as soluções de vitrificação contêm altas

concentrações de crioprotetores que podem ser prejudiciais aos embriões (KAIDI et al.,

1999).

Outra maneira de tentar minimizar os danos que as altas concentrações de

crioprotetores podem causar é fazer a exposição em duas etapas. O primeiro passo

desta exposição ao crioprotetor é feito com soluções menos concentradas para

conseguir o equilíbrio entre os fluídos extra e intracelulares. O segundo passo é feito

com soluções concentradas e tempos de exposição relativamente curtos,

acompanhados pelo encolhimento do embrião e aumento de concentração de

macromoléculas e de eletrólitos intracelulares (VAJTA, 1997).

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

38

Vajta et al. (1996) ao estudarem a vitrificação de embriões produzidos in vitro

em diferentes estágios de desenvolvimento relataram que os índices de re-expansão de

blastocistos iniciais (Bi), blastocistos (Bl) e blastocistos expandidos (Bx) não diferiram,

entretanto, houve aumento dos índices de eclosão em estágios mais adiantados. Isso

pode ser explicado por diferenças estruturais resultantes do decréscimo de

sensibilidade a vitrificação e descongelação em estágios mais avançados.

A pré-congelação no vapor de nitrogênio antes da imersão em nitrogênio

líquido reduz significativamente o rompimento das palhetas (RALL, 1987). Por outro

lado isto muda a velocidade de resfriamento durante a vitrificação, podendo ser

prejudicial às células embrionárias (DARVELID et al., 1994).

A vitrificação no vapor de nitrogênio é feita para prevenir fraturas que podem

danificar o embrião ou a zona pelúcida. Estas fraturas têm sido observadas quando

soluções muito concentradas são imersas abruptamente em nitrogênio líquido. Isto

pode ser evitado pela congelação da solução em vapor de nitrogênio por dois minutos

antes da imersão em nitrogênio líquido, o que permite a uniformidade de temperatura

na amostra durante a congelação. Estudo publicado por Vajta et al. (1997a) mostrou

que a fratura da zona pelúcida pode ocorrer por mudanças de pressão induzidas nas

soluções pelo rápido encolhimento e expansão de bolhas de ar durante as mudanças

de temperatura. Portanto, as condições ótimas de congelação e descongelação têm de

ser encontradas para cada solução de vitrificação (DONNAY et al., 1998).

Comparações entre a congelação controlada e a vitrificação têm mostrado

diferentes resultados, embora pareça que a vitrificação seja mais adequada para

embriões produzidos in vitro (MUCCI et al., 2005). Nedambale et al. (2004), ao

compararem a congelação controlada e a vitrificação, concluíram que a vitrificação

apresentou melhores índices de sobrevivência embrionária in vitro para embriões

produzidos em sistema de cultivo seqüencial de KSOM-SOF. Porém, os autores citam

dados de embriões produzidos em co-cultivo que teriam apresentado alta sobrevivência

após a congelação controlada (dados não publicados pelo grupo).

A maioria das publicações que compara a congelação controlada e a

vitrificação apresenta resultados semelhantes de sobrevivência embrionária in vivo e in

vitro ou ainda a vitrificação apresenta melhores resultados. Porém, quando se fala em

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

39

embriões produzidos in vivo, a vitrificação não vem sendo aplicada. Existem algumas

explicações para o fato, como os índices de congelação controlada para embriões

produzidos in vivo estarem cerca de 10% a baixo dos índices obtidos com embriões

frescos, sendo difícil superar. Além disso, existe uma diversidade de metodologias e

protocolos de vitrificação muito grande, sem que haja uma técnica definitivamente

eficiente a ser seguida. Isso sem dizer que a praticidade da técnica é relativa, pois, o

tempo gasto para vitrificar um embrião é de cerca de 3 minutos. Porém, os embriões

precisam ser tratados individualmente. Caso existam entre 15 e 25 embriões, o tempo

total gasto é semelhante, sendo exercida a tarefa com mais demora (VAJTA, 2000).

Outros autores salientam essa questão da praticidade relativa da vitrificação, sendo

este fato verdadeiro apenas para grupos reduzidos de embriões (VAN WAGTENDONK-

DE LEEUW; et al., 1995).

Outro ponto importante a ser considerado é que as condições experimentais

variam muito entre os trabalhos, havendo várias alternativas de métodos e protocolos

de criopreservação, dificultando a comparação entre índices de prenhez dos diferentes

trabalhos publicados (VAN WAGTENDONK-DE LEEUW; et al., 1995).

2.11 Análise da qualidade embrionária

A avaliação dos embriões antes da transferência é importante para o

sucesso dos programas de transferência de embriões (HOSHI, 2003). O tempo de

desenvolvimento é um bom indicativo da competência de sobrevivência embrionária

(THOMPSON, 1997). É importante ressaltar que apenas o desenvolvimento de

blastocistos tem sido usado, em vários laboratórios, como parâmetro para avaliar o

sistema de cultivo (RUSSELL et al., 2006).

Embora a avaliação morfológica dos embriões seja bastante útil para

predizer os índices de prenhez, esta não é tão eficiente para predizer a sobrevivência

de embriões individualmente (HOSHI, 2003) e, nem mesmo, é uma maneira eficiente de

predizer a habilidade destes embriões em originarem crias saudáveis (RUSSELL et al.,

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

40

2006). Há embriões classificados morfologicamente como de qualidade ruim que

conseguem resultar em prenhezes, enquanto que embriões classificados

morfologicamente como de qualidade excelente não resultam em prenhezes. Estes

relatos sugerem que, além da avaliação morfológica, é necessário encontrar uma

maneira mais precisa para avaliar a viabilidade embrionária (HOSHI, 2003; RUSSELL et

al., 2006).

Em estudos mais recentes, quando a relação entre a morfologia embrionária,

a ultra-estrutura, a expressão gênica e a criotolerância vem sendo feita, muito tem sido

atribuído à análise morfológica dos embriões, trazendo novamente a atenção dos

pesquisadores para os aspectos morfológicos. Dessa forma, a coloração dos

blastômeros, a extensão da compactação, a cinética do desenvolvimento e o tempo

para a formação da blastocele e o diâmetro do embrião no momento da eclosão vem

sendo relacionados com a qualidade embrionária (LONERGAN; et al., 2006). Na

realidade, o ideal é utilizar uma combinação de fatores para avaliar a qualidade

embrionária, como o número de células e sua localização no embrião, a ocorrência de

apoptose e a expressão de determinados genes (RUSSELL et al., 2006).

Enquanto a qualidade do oócito é o principal determinante do

desenvolvimento embrionário inicial, o sistema de cultivo após a fecundação é o

principal fator que influencia a qualidade destes embriões. Há vários estudos sobre

sistemas de cultivo que verificam o número de blastocistos e não a qualidade dos

embriões. Assim, métodos para avaliar a qualidade dos embriões como a contagem de

células, a criotolerância e o padrão de expressão gênica devem ser associados com as

mensurações de desenvolvimento embrionário para comparar os diferentes sistemas de

cultivo (PEREIRA; DODE; RUMPF, 2005).

Na produção in vitro de embriões, qualquer resposta do sistema de produção

que cause danos ao DNA e que possa ser detectada precocemente será de grande

valor para selecionar o sistema de cultivo que apresenta menor risco de induzir a

expressão gênica aberrante (FONTANIER-RAZZAQ et al., 2001).

Para adaptar os protocolos de criopreservação é necessário um

procedimento simples e acurado para avaliar a viabilidade embrionária após a

descongelação. O melhor critério é o nascimento de animais saudáveis (KAIDI et al.,

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

41

1998), avaliando-se os índices de prenhez e nascimentos, duração da gestação, peso e

proporção entre machos e fêmeas ao nascimento (MARTINEZ et al., 2002). Entretanto,

muitos fatores influenciam a manutenção da prenhez após a transferência de embriões

produzidos in vitro como o sistema de cultivo utilizado na produção, qualidade

embrionária, número de embriões transferidos por receptora, sincronia entre o embrião

e a receptora, profissional que executou a transferência, embriões frescos ou

criopreservados e, ainda, efeito de estresse térmico sobre os embriões e/ou as

receptoras (LIM et al., 2007). Assim, alternativas podem ser utilizadas como a avaliação

da re-expansão e eclosão in vitro, a avaliação do número total de células, trofectoderma

e massa celular interna ou os estudos metabólicos (KAIDI et al., 1998; MARTINEZ et

al., 2002).

A habilidade de criopreservação depende da qualidade dos embriões e das

condições de cultivo que pode, porém, ser melhorada pelo ajuste do procedimento de

criopreservação (KAIDI et al., 1998). Além disso, um bom indicativo do potencial de

sobrevivência in vivo dos embriões descongelados pode ser o desenvolvimento in vitro

com taxas equivalentes aos embriões não criopreservados (PUGH; TERVIT; NIEMANN,

2000). A viabilidade dos embriões pós-descongelação pode ser verificada por diferentes

métodos, o mais comum é o cultivo por 24 ou 48 horas. Além disso, os embriões após a

descongelação devem ser co-cultivados com células da granulosa (RIZOS et al., 2001).

Entretanto, a correlação entre a taxa de prenhez e a sobrevivência in vitro dos embriões

é considerada baixa (KAIDI et al., 1999). As condições de co-cultivo podem influenciar a

sobrevivência e a qualidade dos blastocistos após a criopreservação também (KAIDI et

al., 1998).

2.12 Expressão gênica: análise e sua importância

Aproximadamente 10.000 genes precisam ser expressos para que se tenha

uma orquestrada regulação do desenvolvimento embrionário pré e pós-implantacional

(NIEMANN; WRENZYCKI, 2000; MOHAN et al., 2002). Entretanto, até o momento,

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

42

apenas 15 funções fisiológicas e a expressão de 60 a 70 genes foram bem estudados

(NIEMANN; WRENZYCKI, 2000; TESFAYE et al., 2005).

Durante o período pré-implantacional, o embrião passa por uma série de

eventos de desenvolvimento morfo-genéticos incluindo a maturação do oócito, a

ativação do genoma embrionário quando ocorre a transição do controle de transcrição

de materno para fetal. O efeito de alterações no padrão de expressão gênica em

embriões bovinos produzidos in vitro, principalmente quando cultivados em condições

subótimas, aparece refletido em importantes fenômenos como a Síndrome do Feto

Gigante (LOS) (BADR et al., 2007).

A aplicação de ferramentas moleculares para avaliar embriões em estágios

pré-implantacionais nos animais de produção podem trazer novos conhecimentos sobre

o desenvolvimento embrionário de mamíferos, ajudando a incrementar os

procedimentos de biotecnologia (KANKA et al., 2003).

A expressão gênica embrionária pode ser alterada em resposta ao estresse

ambiental, o que provavelmente é uma maneira do embrião estabilizar sua função

celular. Isto será muito útil para determinar como o padrão de expressão gênica do

embrião pode ser alterado por outros sinais de origem materna ou embrionária que

podem coordenar o desenvolvimento embrionário com as progressivas mudanças no

trato reprodutivo feminino durante a gestação (CHANDOLIA et al., 1999).

Tipos de RNAm oriundos de diferentes sistemas de cultivo ou de embriões

produzidos in vitro ou in vivo não são necessariamente os mesmos. Alterações

encontradas na expressão de RNAm podem estar diretamente ligadas à qualidade

embrionária (KANKA et al., 2003).

Diferentes condições de cultivo afetam a expressão gênica em embriões

mamíferos, sendo a dinâmica do RNAm útil para aperfeiçoar as condições de cultivo in

vitro (STOJKOVIC et al., 2003; BADR et al., 2007).

A análise das diferenças nas expressões de RNAm pode explicar as

diferenças observadas na criotolerância entre embriões produzidos in vitro e in vivo e

pode propiciar a oportunidade de modificar a expressão gênica e o sistema de cultivo

para melhorar a viabilidade pós-descongelação (RIZOS et al., 2002; RIZOS et al.,

2003).

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

43

O melhor conhecimento do padrão de expressão gênica durante o período

de desenvolvimento pré-implantacional permitirá aumento do conhecimento de padrões

moleculares que controlam o desenvolvimento inicial e, ainda, um preâmbulo para

entender eventos que podem resultar em mortalidade embrionária precoce (MOHAN et

al., 2002).

A análise da expressão gênica de embriões pode ser o procedimento de

escolha para avaliar a qualidade embrionária no futuro. Entretanto, ainda existem

problemas, como a definição de genes a serem estudados e quanto do gene pode ser

expresso em uma célula normal (YUAN et al., 2003).

Estratégias de análise de expressão gênica vêm sendo introduzidas com

sucesso no estudo qualitativo e quantitativo da transcrição gênica que ocorre durante a

maturação oocitária e o desenvolvimento embrionário (LECHNIAK, 2002).

Graças ao progresso da tecnologia molecular, está se conhecendo maior

número de genes expressos durante o desenvolvimento embrionário (KANKA et al.,

2003). Os tipos de RNAm servem como importante ferramenta para verificar a

normalidade de embriões e aperfeiçoar as condições de cultivo in vitro (NIEMANN;

WRENZYCKI, 2000; KANKA et al., 2003).

Além dos métodos como Differential Display (DD) RNAm, bibliotecas de

cDNA substrativo, quantitativo e real-time RT-PCR, existem metodologias como os

microarrays para identificar diferentes RNAm (KANKA et al., 2003). A Differential

Display-RT-PCR (DD-RT-PCR) permite a identificação de novos genes sem que se

conheçam suas seqüências (NIEMANN; WRENZYCKI, 2000) e vem sendo aplicada

para comparar padrões de expressão de RNAm em embriões na fase pré-

implantacional (MOHAN et al., 2002), sendo um valioso método para comparar pools de

RNAm entre duas ou mais amostras e ainda permite avaliar a influência do sistema de

cultivo sobre a expressão gênica (NATALE et al., 2001).

O uso de técnicas como a DD-RT-PCR permite a comparação do padrão de

expressão de RNAm entre amostras, permitindo identificar novos e raros transcritos.

Devido à necessidade de pouco material para executar esta técnica, seu uso em

oócitos e embriões vem permitindo a identificação de genes específicos (TESFAYE et

al., 2003).

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

44

Novos genes críticos para o desenvolvimento podem potencialmente ser

identificados, usando DD RNAm ou bibliotecas de cDNA substrativo. O uso de

ferramentas moleculares avançadas abre novos horizontes para a pesquisa e

incrementam significativamente os conhecimentos básicos do desenvolvimento

embrionário, assim como contribuem para a melhoria de vários procedimentos

biotecnológicos envolvendo oócitos e embriões (NIEMANN; WRENZYCKI, 2000) e

esclarecem o processo de ativação do genoma embrionário em bovinos (KANKA et al.,

2003).

A análise da expressão gênica embrionária pela técnica de DD-RT-PCR vem

sendo muita aplicada, pois permite identificar respostas genéticas a estímulos

específicos, embora tenha seu uso restrito por permitir a amplificação de uma pequena

porção do genoma total. Além disso, esta técnica é muito sensível e leva a falsos

positivos, o que exige outras análises quantitativas que comprovem os resultados,

como a análise por PCR em Tempo Real (LIM et al., 2007).

Lonergan et al. (2003) selecionaram alguns genes relacionados a

importantes processos fisiológicos como o transporte e o metabolismo de frutose

(GLUT-5), o estresse (SOX), a atividade mitocondrial e detoxificação de espécies

reativas a oxigênio (MnSOD), a comunicação celular (Cx43), o reconhecimento materno

de prenhez (ITN-), a apoptose (Bax), o ligante do fator de crescimento (EGF-IR) e o

metabolismo e estresse oxidativo (G6PD).

O sistema de cultivo pode afetar o desenvolvimento e a qualidade dos

blastocistos e a criotolerância pode ser um bom indicador da qualidade dos embriões

(RIZOS et al., 2001; DOBRINSKY, 2002; CAMPOS-CHILLON et al., 2006). Os embriões

bovinos produzidos in vitro apresentam significativa diferença de sobrevivência após a

criopreservação (ENRIGHT et al., 2000; SILVA; METELO, 2005), pois são mais

sensíveis às injúrias decorrentes dos efeitos tóxicos e osmóticos dos crioprotetores,

assim como à formação de cristais de gelo (VAJTA; HYTTEL; CALLESEN, 1997). A

reduzida criotolerância dos blastocistos produzidos in vitro na presença de soro é

acompanhada por desvios na relativa abundância de transcritos de importantes genes

do desenvolvimento (RIZOS et al., 2003).

Nicacio, A. C. Revisão de Literatura

45

Dentre os muitos estudos que vêm sendo realizados, pode-se encontrar duas

vertentes, ou seja, trabalhos sobre o desenvolvimento de novos protocolos de

criopreservação e seus efeitos e trabalhos sobre o cultivo embrionário, visando

melhorar a qualidade dos embriões para suportarem os processos de criopreservação

(MARTINEZ et al., 2002; MUCCI et al., 2005).

46

Objetivo

Nicacio, A. C Objetivo

47

3 OBJETIVO

Este estudo teve como objetivo identificar os danos causados pela

criopreservação e pelo cultivo de embriões bovinos produzidos in vitro após a

descongelação, avaliando a morfologia, a expressão gênica e o desenvolvimento in

vitro antes e após a criopreservação.

48

Hipótese

Nicacio, A. C. Hipótese

49

4 HIPÓTESE

A criopreservação causa danos ao DNA embrionário, prejudicando a

expressão gênica, o que inviabiliza o desenvolvimento embrionário in vitro após a

descongelação e cultivo in vitro. E o cultivo embrionário in vitro após a criopreservação

causa alterações na expressão gênica o que dificulta relacionar os resultados obtidos in

vitro com os in vivo.

50

Material e Método

Nicacio, A. C. Material e Método

51

5 MATERIAL E MÉTODO

Foram utilizados ovários bovinos oriundos de abatedouros para obtenção de

oócitos, os quais foram maturados, fecundados e cultivados in vitro. Os embriões

produzidos nestes procedimentos foram criopreservados ou não conforme o grupo

experimental.

5.1 Produção de embriões bovinos

Foram colhidos ovários bovinos em matadouro e transportados em solução

salina, com temperatura controlada (30 a 33C) até o laboratório. Os ovários foram

lavados em solução salina e mantidos em banho-maria à 30

o

C. Os folículos foram

aspirados com seringa de 5ml e agulha 25x8 (21G) e o líquido folicular mantido em tubo

de 15ml em banho-maria a 30C por 10 minutos. O sedimento foi examinado sob

estereomicroscópio, em placa de petri, para localização e seleção dos oócitos.

Os oócitos com citoplasma de coloração homogênea e mais de duas

camadas completas de células do cummulus foram lavados em meio de lavagem

(Anexo B.1) e em meio de maturação (Anexo B.2) e colocados para maturar in vitro

(MIV) em microgotas de 90µl do meio de maturação (Anexo B.2) sob óleo mineral, por

24 horas, em estufa com 5% CO

2

em ar; 38,5C e alta umidade. Foram colocados entre

10 e 30 oócitos por gota, sendo este padrão mantido em todo o processo.

Para a fecundação in vitro dos oócitos, o sêmen foi descongelado em banho-

maria à 37

o

C por 30 segundos e centrifugado em gradiente de Percoll (Anexos B.6 e

B.7) por 30 minutos a 700g (Labofuge 300 Heraeus) para separação dos

espermatozóides vivos e mortos. O sedimento foi ressuspendido, sendo novamente

centrifugado por 5 minutos a 300g em meio de fecundação (Anexo B.4). A

Nicacio, A. C. Material e Método

52

concentração foi corrigida para 1x10

6

espermatozóides por ml do meio de fecundação.

Os oócitos maturados foram lavados no meio de lavagem (Anexo B.3) e no meio de

fecundação acrescido de agentes capacitores (Anexo B.5) e incubados em microgotas

de 90µl de meio de fecundação (Anexo B.5) sob óleo mineral, onde foram

acrescentados os espermatozóides. As placas de petri foram mantidas em estufa com

5% de CO

2

em ar; 38,5C e alta umidade.

Após 18 horas da fecundação, os prováveis zigotos foram co-cultivados

(Anexo B.8), após remoção mecânica das células do cumulus. Após 48 horas de cultivo

foi acrescido 90l do meio de cultivo (Anexo B.8) às microgotas (feeding) e avaliada a

clivagem. Os embriões foram avaliados a partir do sétimo dia da fecundação. Como

controle, uma gota por placa foi mantida sem que os embriões recebessem qualquer

tratamento para avaliar a eclosão.

5.2 Preparo das placas de co-cultivo

As placas para o co-cultivo dos presumíveis zigotos e embriões foram

preparadas conforme a descrição a seguir.

5.2.1 Placas de co-cultivo para produção de embriões

Após a maturação, os oócitos foram retirados das placas para a fecundação.

Para a formação da monocamada de células da granulosa, o meio de maturação foi

retirado, as gotas lavadas com 50l de meio de cultivo, que foram descartados e

colocados 90l de meio de cultivo por gota. No dia seguinte, os prováveis zigotos

foram transferidos para estas placas.

Nicacio, A. C. Material e Método

53

5.2.2 Placas de co-culitivo para embriões criopreservados e descongelados

Grupos de 5 a 10 oócitos (com menos de duas camadas de células do

cummulus completas) foram lavados em meio de lavagem e em meio de maturação e

colocados em microgotas de 90l do meio de maturação sob óleo mineral e mantidos

por 24 horas, em estufa com 5% CO

2

em ar; 38,5C e alta umidade. Os oócitos foram

retirados das gotas e descartados. Para a formação da monocamada de células da

granulosa, o meio de maturação foi retirado, as gotas lavadas com 50l de meio de

cultivo, que foram descartados e colocados 90l de meio de cultivo por gota. Após 3

dias foi acrescido 90µl do meio de cultivo a cada gota. Após 6 dias, estas placas

receberam os embriões descongelados.

5.3 Exposição dos embriões aos crioprotetores

Os embriões foram expostos por 10 minutos à solução de 10% Etileno Glicol

(EG) (Anexo 4.1) ou às soluções de 10% de EG (Anexo C.3) e de 20% EG + 20% de

Glicerol (Anexo C.4) por 30 segundos. Em seguida foi feita a remoção do crioprotetor

dos embriões em duas etapas, sendo lavados em 0,5ml da solução de PBS; 0,3M de

Sacarose e 0,2% de BSA (Anexo C.2) e em 0,5ml da solução de PBS e 0,2% de BSA

(Anexo C.1), ambas por 3 minutos. Os embriões foram recolocados na placa de co-

cultivo para avaliação da eclosão.

Nicacio, A. C. Material e Método

54

5.4 Criopreservação dos embriões

Os embriões foram envasados em grupos de até 10 por palheta de 0,25ml,

preenchendo as colunas das extremidades (cerca de 4cm) com PBS; 0,3M de Sacarose

e 0,2% de BSA (Anexo C.2), duas colunas com ar (cerca de 1cm) para separar as

colunas das extremidades da coluna central (cerca de 1cm) preenchida com embriões e

solução crioprotetora de acordo com o grupo experimental: controlado, rápido ou

vitrificação.

5.4.1 Método controlado

Os embriões foram expostos por 10 minutos à solução de 10% de EG (Anexo

C.3), incluindo o tempo de envase. As palhetas foram lacradas e imersas em álcool a –

7

o

C na máquina de congelação (HAAKE) por 5 minutos para equilíbrio da

temperatura. Em seguida, foi induzida a cristalização (seeding) e, após 5 minutos,

iniciado o resfriamento na velocidade de 1,2

o

C por minuto. Ao alcançar a temperatura

de –31

o

C, aguardaram-se 10 minutos e as palhetas foram imersas e armazenadas em

nitrogênio líquido.

5.4.2 Congelação rápida

Os embriões foram inicialmente equilibrados à solução de 10% de EG

(Anexo C.3) por 10 minutos e depois à solução de 20% EG + 20% de Glicerol (Anexo

C.4) por 30 segundos, incluindo o tempo de envase. As palhetas foram lacradas e

Nicacio, A. C. Material e Método

55

colocadas em vapor de Nitrogênio (cerca de 0,8cm da coluna de Nitrogênio Líquido à

aproximadamente 170C) por 2 minutos, imersas e armazenadas em Nitrogênio

Líquido.

5.4.3 Vitrificação

Os embriões foram expostos à solução de 10% de EG (Anexo C.2) por 10

minutos e depois à solução de 25% de EG + 25% de Gli (Anexo C.5) por 30 segundos,

incluindo o envase. As palhetas foram lacradas e colocadas em vapor de Nitrogênio

(cerca de 0,8cm da coluna de Nitrogênio Líquido à aproximadamente 170C) por 2

minutos, imersas e armazenadas em Nitrogênio Líquido.

5.5 Descongelação dos embriões e remoção do crioprotetor

Os embriões foram descongelados por 10 segundos no ar e 20 segundos no

banho-maria a 25C. Para a remoção do crioprotetor, os embriões foram colocados em

0,5ml da solução de PBS; 0,3M de Sacarose e 0,2% de BSA (Anexo C.1) e em 0,5ml

da solução de PBS e 0,2% de BSA (Anexo C.2), ambas por 3 minutos.

5.6 Cultivo embrionário

Os embriões frescos, expostos aos crioprotetores e criopreservados foram

co-cultivados in vitro no meio SOFaa (Anexo B.8) ou no meio TCM199 (Anexo B.9),

ambos os meios com células da granulosa em estufa com 5% de CO

2

em ar; 38,5

º

C e

alta umidade. Os embriões descongelados foram avaliados às 24 horas para verificar a

Nicacio, A. C. Material e Método

56

taxa de re-expansão e às 48, 72 e 96 horas para as taxas de eclosão de todos os

grupos.

5.7 Análise da expressão gênica

A extração de RNA total foi feita, a partir de 20 blastocistos expandidos

frescos e 20 blastocistos expandidos criopreservados pelo método controlado, ambos

cultivados em TCM199 por 24 horas. Destes blastocistos foi extraído o RNA total com o

kit illustra RNAspin Mini RNA Isolation (GE Healthcare), seguindo orientações do

fabricante e diluído em 30µl de água livre de RNAses.

A síntese do DNA complementar (cDNA) foi feita com o RNA total extraído na

etapa anterior, utilizando 1µl de Superscript III (Invitrogen) (200U/µl), 1µl de primer

âncora 5’ - AAT ACG ACT CAC TAT AGT (T)

12

NN- 3’(NN= GC, GA ou GG) (5µM), 2µl

de dNTPs (2,5mM cada), 2µl de DTT (0,1 m), 1µl de RNaseOUT (40U/µl; Invitrogen)

e 4µl de tampão 5X. Inicialmente, foram mantidos apenas o RNA e o primer âncora em

termociclador (Mastercycler gradient - Eppendorf) a 70

o

C por 5 minutos e a seguir a

4

o

C por 5 minutos. Foi adicionado 10μl de mix (preparado previamente e mantido a -

20

o

C) com o restante dos componentes e as reações foram realizadas a 42

o

C por 15

minutos, 50

o

C por 50 minutos e 70

o

C por 15 minutos para inativação da enzima (em

termociclador Mastercycler gradient - Eppendorf).

As amplificações foram realizadas em 2 etapas, sendo a primeira com 10

ciclos contendo 1,33µl de produtos de RT-PCR (equivalente a 15pg de RNAm inicial),

1µl de tampão 10X, 2µl de dNTPs (2.5mM cada), 1.33µl de TAMRA T7 (5µM), 1.33µl de

primer arbitrário (5µM), 0.1µl de Taq DNA polimerase (5U/µl; Invitrogen) e 0.2μl de

MgCl

2

(50mM). As condições de PCR foram de 95

o

C por 2 minutos, seguido por 10

ciclos de 92

o

C por 15 segundos, 42

o

C por 30 segundos e 72

o

C por 2 minutos, extensão

final de 72

o

C por 10 minutos (em termociclador Mastercycler gradient - Eppendorf). A

seguir, 10µl de mix contendo 1.8µl de MgCl

2

(50mM) e igual quantidade dos outros

componentes foram adicionados para uma segunda etapa de amplificação de 25 ciclos

Nicacio, A. C. Material e Método

57

de 92

o

C por 15 segundos, 42

o

C por 30 segundos e 72

o

C por 2 minutos e extensão final

de 72

o

C por 10 minutos (em termociclador Mastercycler gradient - Eppendorf). Foram

utilizados 3 primers âncoras e 10 primers arbitrários (RIPAMONTE, 2005).

Para verificar a eficiência da reação e quantificar a quantidade de produtos

iniciais e finais, foi realizada reação de PCR em Tempo Real com primer para o gene

GAPDH suíno e cDNA de 30 embriões suínos frescos (controle positivo) e produtos das

reações de RT-PCR com 3 primers âncora e os grupos fresco e congelado. As reações

foram feitas com 11,25μl de Master Mix (com Sybr green), 1μl de primer Rer, 2μl de

primer For, 2μl de cDNA e 8,75μl de água.

5.8 Análise estatística

A análise dos dados foi realizada com auxílio do Software Statistical Analysis

Sistem for Windows SAS®. As variáveis dependentes foram expressas em média e erro

padrão da média (média ± EPM) e analisados por ANOVA, usando o aplicativo PROC

MIXED do SAS®. Foram consideradas variáveis dependentes as porcentagens de re-

expansão e de eclosão e como variáveis independentes os tratamentos (métodos de

criopreservação), as réplicas e as gotas.

58

Delineamento Experimental

Nicacio, A. C. Delineamento Experimental

59

6 DELINEAMENTO EXPERIMENTAL

6.1 Experimento 1: Avaliação da sobrevivência dos embriões à exposição aos

crioprotetores

6.2 Experimento 2: Avaliação da sobrevivência dos embriões à criopreservação

MIV

,

FIV

,

CIV

Blastocistos

expandidos (D7)

Congelação

rá

p

ida

TCM (96h)

SOF (96h)

Congelação

controlada

TCM (96h) SOF (96h)

Vitrifica

ç

ão

TCM (96h) SOF (96h)

MIV

,

FIV

,

CIV

Blastocistos

expandidos (D7)

Controle

SOF

(

96h

)

EG10

SOF

(

96h

)

EG20/Gli20

SOF

(

96h

)

Nicacio, A. C. Delineamento Experimental

60

6.3 Experimento 3: Análise da expressão gênica em embriões criopreservados e

frescos

Blastocistos

expandidos (D7)

MIV

,

FIV

,

CIV

Congelação

controlada

Embriões

frescos

TCM

(24 horas)

PCR em Tempo

Real

61

Resultados

Nicacio, A. C. Resultados

62

7 RESULTADOS

Foram realizadas manipulações (Maturação, Fecundação e Cultivo in vitro) e

observados os índices de clivagem no dia 3 (D3 - 68,71%), blastocisto no dia 9 (D9 -

25,66%) e eclosão dos blastocistos no dia 12 de cultivo (D12 - 46,09%) de embriões

não tratados.

7.1 Experimento 1: Avaliação da sobrevivência dos embriões à exposição aos

crioprotetores

Foram selecionados 273 blastocistos expandidos de qualidade excelente

(grau 1), sendo distribuídos 101 para o grupo EG 10, 100 para o grupo EG20/Gli20 e 72

para o grupo controle, totalizando 11 réplicas. Os índices de eclosão foram de 62,38%,

69,00% e 59,72%, respectivamente (Tabela 1).

Nicacio, A. C. Resultados

63

Tabela 1 - Índices de eclosão dos embriões expostos às soluções crioprotetoras EG 10

e EG20+Gly20 e controle – São Paulo – 2007.

Réplicas Eclosão EG10 (%) Eclosão 20/20 (%) Eclosão Controle (%)

1 16/17 16/18 6/6

2 7/12 6/13 6/15

3 6/7 7/7 8/14

4 0/5 1/4 1/1

5 3/10 6/10 1/2

6 3/5 4/6 3/5

7 7/10 9/11 4/5

8 9/9 7/7 3/7

9 3/5 0/4 1/3

10 9/14 8/13 8/8

11 0/7 5/7 2/6

Total 63/101 (62,38) 69/100 (69,00) 43/72 (59,72)

Os resultados da análise estatística realizada pelo Teste PROC MIXED do

SAS não mostraram diferença entre os grupos de exposição e o grupo controle.

Portanto, a exposição às soluções crioprotetoras não influenciou a sobrevivência dos

blastocistos (Tabela 2).

Tabela 2 – Índices de eclosão dos embriões expostos às soluções crioprotetoras EG

10, EG20/Gly20 e controle – São Paulo – 2007

Tratamento Número de

Blastocistos

Média ± EPM Valor de p

EG10 101 58,94 ± 9,43 0,5685

EG20/Gli20 100 65,55 ± 9,43 0,8734

Controle 72 60,78 ± 9,43 0,6801

Letras minúsculas diferentes na mesma coluna indicam diferença estatística pelo Teste PROC MIXED

(p<0,05).

7.2 Experimento 2: Avaliação da sobrevivência dos embriões à criopreservação

Foram utilizados 600 blastocistos expandidos de qualidade excelente (grau

1), sendo 199 para a congelação controlada, 200 para a congelação rápida e 201 para

Nicacio, A. C. Resultados

64

a vitrificação. Após a descongelação, os embriões foram divididos entre os meios de

cultivo TCM199 ou SOFaa, sendo cultivados 99 no TCM199 100 e no meio SOFaa no

método controlado; 103 no TCM199 e 97 no meio SOFaa na congelação rápida e 101

no TCM199 e 100 no meio SOFaa na vitrificação. Foram feitas 5 replicatas para cada

meio de cultivo (TCM199 ou SOFaa).

O método controlado apresentou índices de re-expansão de 58,58%, quando

os embriões foram cultivados no meio TCM199, enquanto o método rápido apresentou

1,61% e a vitrificação 13,65%. Constatamos que houve diferença entre o método

controlado e os demais métodos, embora entre os demais métodos não tenha sido

constatada diferença. O método controlado apresentou índices de eclosão dos

blastocistos de 44,65% quando os embriões foram cultivados no meio TCM199. O

método rápido e a vitrificação apresentaram índices de eclosão de 0% e 9,43%,

respectivamente. Constatamos que houve diferença entre o método controlado e os

demais métodos, embora não tenha sido constatada diferença entre os demais

métodos (Tabela3).

Tabela 3 - Índices de re-expansão e de eclosão dos blastocistos após a

criopreservação pelos métodos controlado, rápido e vitrificação e

cultivados no meio TCM199 - São Paulo - 2007

Média ± EPM

Tratamento Número de

Blastocistos Re-expansão Eclosão

Controlado 99 58,58 ± 6,94

a

44,65 ± 5,94

a

Rápido 103 1,61 ± 7,41

b

0 ± 6,46

b

Vitrificação 101 13,65 ± 7,76

b

9,43 ± 6,77

b

Letras minúsculas diferentes na mesma coluna indicam diferença estatística pelo Teste PROC MIXED

(p<0,05).

O método controlado apresentou índices de re-expansão de 34,66%, quando

os embriões foram cultivados no meio SOFaa. Os métodos rápido e vitrificação

apresentaram índices de re-expansão de 4,32% e 19,62%, respectivamente.

Constamos que houve diferença entre o método controlado e os demais métodos,

embora não tenha havido diferença entre o método rápido e a vitrificação. Já para os

índices de eclosão, o método controlado apresentou 11,65%, enquanto o método rápido

apresentou 0,29% e a vitrificação 8,67%. Constamos que o método controlado foi

diferente do método rápido, mas não foi diferente da vitrificação (Tabela 4).

Nicacio, A. C. Resultados

65

Tabela 4 – Índices de re-expansão e de eclosão de blastocistos após a criopreservação

pelos métodos controlado, rápido e vitrificação e cultivados no meio SOFaa

- São Paulo - 2007

Média ± EPM

Tratamento Número de

Blastocistos Re-expansão Eclosão

Controlado 100 34,66 ± 5,39

a

11,65 ± 3,37ª

Rápido 97 4,32 ± 5,39

b

0,29 ± 3,37

b

Vitrificação 100 19,62 ± 6,95

b

8,67 ± 4,47

ab

Letras minúsculas diferentes na mesma coluna indicam diferença estatística pelo Teste PROC MIXED

(p<0,05).

7.3 Experimento 3: Análise da expressão gênica em embriões criopreservados e

frescos

A figura 1 mostra que a amplificação do primer âncora 3 com amostra de

cDNA de embriões bovinos frescos, teve início a partir do 36º ciclo de amplificação,

indicando que havia pouco cDNA disponível para a reação.

Figura 1: Quantificação da amplificação do primer âncora 3 com amostra de cDNA de

embriões bovinos frescos

Cyc le

403938373635343332313029282726252423222120191817161514131211109876543210

Fluorescence (norm)

1

10

100

1000

Nicacio, A. C. Resultados

66

A figura 2 mostra que não houve amplificação dos produtos do primer âncora

3 com amostra de cDNA de embriões bovinos criopreservados pelo método controlado

(1,2

o

C/minuto), indicando não haver cDNA inicial suficiente para acontecer a reação.

Figura 2: Quantificação da amplificação do primer âncora 3 com amostra de cDNA de

embriões bovinos criopreservados pelo método controloado (1,2

o

C/minuto)

A figura 3 mostra que a amplificação do primer GAPDH com amostra de

cDNA de embriões suínos (controle positivo) começou a acontecer a partir do 33º ciclo

de amplificação.

Cycle

403938373635343332313029282726252423222120191817161514131211109876543210

Fluorescence (norm)

1

10

100

1000

Nicacio, A. C. Resultados

67

Figura 3: Quantificação da amplificação do primer GAPDH com amostra de cDNA de

embriões suínos (controle positivo)

Ao comparar as curvas de amplificação dos embriões do grupo fresco com o

grupo congelado (Figuras 2 e 3, respectivamente) podemos observar que o mesmo

primer âncora teve amplificação no grupo fresco e não teve no grupo congelado,

indicando a diferença de cDNA inicial entre os grupos e indicando, também, que as

condições de reação são apropriadas para o primer.

Ao comparar os resultados do grupo de embriões suínos frescos com o

grupo de embriões bovinos frescos verificamos que a amplificação do grupo fresco foi

mais tardia (36º ciclo contra 33º ciclo), mostrando novamente haver pouca quantidade

de cDNA inicial para a reação.

A figura 4 mostra que o pico da curva de dissociação (melting curve)

aconteceu entre 86 e 87

o

C, portanto, sendo indicativo de que os produtos da reação

não são dímeros de primers.

Cycle

403938373635343332313029282726252423222120191817161514131211109876543210

Fluorescence (norm)

1

10

100

1000

Nicacio, A. C. Resultados

68

Figura 4: Curva de dissociação para primer âncora 3 com embriões bovinos frescos

A figura 5 mostra que não houve um pico de dissociação nesta reação,

caracterizando a ausência de produtos na reação.

Figura 5: Curva de dissociação para primer âncora 3 com embriões bovinos

criopreservados pelo método controlado (1,2

o

C/ minuto)

A figura 6 mostra o pico de dissociação do grupo de embriões suínos

(controle positivo) entre 87 e 88

o

C, caracterizando a presença de produtos de

amplificação que não são dímeros de primer.

Temperature [°C]

959493929190898887868584838281807978777675747372717069686766656463626160

- dI / dT (%)

100

80

60

40

20

0

-20

-40

-60

-80

-100

Threshold: 15%

Temperature [°C]

959493929190898887868584838281807978777675747372717069686766656463626160

- dI / dT (%)

100

80

60

40

20

0

-20

-40

-60

-80

-100

Threshold: 15%

Nicacio, A. C. Resultados

69

Figura 6: Curva de dissociação para primer GAPDH com amostra de cDNA de embriões

suínos (controle positivo)

A comparação entre os grupos frescos e suínos (figuras 4 e 6,

respectivamente) permite novamente verificar a existência de menor quantidade de

produtos da reação no grupo de embriões frescos.

Temperature [°C]

959493929190898887868584838281807978777675747372717069686766656463626160

- dI / dT (%)

100

80

60

40

20

0

-20

-40

-60

-80

-100

Threshold: 15%

70

Discussão

Nicacio, A. C. Discussão

71

8 DISCUSSÃO

A criopreservação de embriões é um obstáculo para a aplicação comercial

extensiva da produção in vitro de embriões bovinos. Muitos protocolos de produção in

vitro e de criopreservação vêm sendo utilizados. Seguindo esta linha, o presente

trabalho avaliou protocolos de criopreservação de embriões e de viabilidade

embrionária após a descongelação para incrementar a produção in vitro de embriões

bovinos para uso comercial.

Foram realizados experimentos para avaliar a toxicidade das soluções

crioprotetoras, as quais se mostraram satisfatórias. Os embriões apresentaram

desenvolvimento normal após a exposição, não havendo diferença entre os índices de

eclosão do grupo controle e dos grupos experimentais, indicando que as soluções

crioprotetoras não foram deletérias ao desenvolvimento embrionário.

Realizaram-se experimentos de congelação de embriões pelos métodos

controlado, rápido e vitrificação. Os índices de eclosão foram baixos após a

criopreservação pelos métodos rápido e vitrificação, os quais foram deletérios ao

desenvolvimento embrionário, no entanto, a congelação controlada mostrou índices

mais altos e adequados.

Em estudo recente, Mucci et al. (2005) observaram que imediatamente após

a descongelação, os embriões sofriam contração, mostrando um esboço de citoplasma

e aparência morfológica normal. Porém, após 30 minutos de cultivo, os embriões

apresentavam-se regredidos, com aparência escura e debris celulares visíveis no

espaço perivitelínico. No presente trabalho, também se verificou este aspecto

morfológico aparentemente normal nos embriões dos grupos rápido e vitrificação,

sendo os índices de re-expansão e de eclosão mais baixos. Já os embriões do grupo

controlado apresentavam-se com grande redução de citoplasma e aumento de espaço

perivitelínico, porém, após 24 horas de cultivo, apresentaram os melhores índices de

sobrevivência.

Nicacio, A. C. Discussão

72

Dentre os protocolos utilizados para a congelação controlada, os pontos

comuns são o equilíbrio dos embriões na solução crioprotetora (contendo entre 10 e

11% de crioprotetor permeável) por 5 a 10 minutos a temperatura ambiente (20 a 25

o

C),

a indução da cristalização (seeding) quando as palhetas atingem entre -5

o

C a -9

o

C, o

resfriamento a velocidade entre 0,3

o

C a 0,6

o

C por minuto até atingir temperatura entre -

33

o

C a -40

o

C, sendo as palhetas imersas em nitrogênio líquido (MOORE; BONILLA,

2006).

Entretanto, os protocolos de congelação controlada são extremamente

demorados, sendo necessário, conforme o protocolo usado, mais de uma hora para o

processo todo. No intuito de diminuir esse tempo necessário, o presente trabalho

utilizou velocidade de resfriamento mais rápida (1,2

o

C/minuto), seguindo trabalhos

anteriores realizados pelo nosso grupo de pesquisa. Assumpção (2001) comparou a

sobrevivência de embriões bovinos produzidos in vitro após a criopreservação pelo

método controlado utilizando as velocidades de resfriamento de 0,5

o

C por minuto e

1,2

o

C por minuto e não encontrou diferença.

A congelação controlada (resfriamento de 1,2

º

C/minuto) apresentou índices

de re-expansão e eclosão aquém do esperado, em comparação aos trabalhos de

Assumpção (2001) e Nicacio (2003). A diferença de metodologia entre os três trabalhos

foi o meio de cultivo após a descongelação, sendo no presente, inicialmente, o meio

SOFaa e nos outros dois trabalhos o meio TCM199 acrescido de SFB, piruvato e

gentamicina, ambos em co-cultivo com células da granulosa. Dessa forma, realizaram-

se experimentos para verificar a influência dos meios de cultivo após a descongelação

na viabilidade embrionária, quando foi observado que os índices de re-expansão e de

eclosão no meio TCM199 foram maiores do que no SOFaa.

Verificou-se, neste trabalho, que a congelação controlada obteve melhor

índice de sobrevivência in vitro do que a vitrificação para embriões bovinos produzidos

em sistema de co-cultivo com células da granulosa em meio SOFaa. O mesmo foi

observado por Campos-Chillon et al. (2006) que, ao compararem protocolos de

criopreservação com glicerol tanto para a congelação controlada quanto para a

vitrificação, verificaram índices de prenhez praticamente idênticos para ambos os

Nicacio, A. C. Discussão

73

métodos (controlado 45,1% e vitrificação 44,5%), sendo a vitrificação descartada da

rotina de criopreservação.

Donnay et al. (1998) vitrificaram blastocistos em solução de 25% de etileno

glicol e 25% de glicerol, obtendo 53% de eclosão após 72 horas de co-cultivo no meio

TCM199 com células BRL (Buffalo Rat Liver). No presente estudo, este protocolo de

criopreservação apresentou entre 6 e 7% de eclosão, conforme o meio de cultivo.

Embora a solução crioprotetora final tenha sido a mesma, o procedimento de equilíbrio

dos embriões na solução foi diferente, sendo, no presente trabalho, feito em duas

etapas de exposição em concentrações crescentes e, no estudo de Donnay et al.

(1998), feito em três etapas em concentrações crescentes. Acredita-se que a exposição

em três etapas tenha sido menos deletéria aos embriões, o que explica a melhor

sobrevivência embrionária. Além disso, o diferente sistema de produção de embriões

talvez tenha sido outro motivo para a diferença de respostas.

O mesmo resultado foi observado em estudo realizado por Kaidi et al. (1998),

quando embriões bovinos produzidos in vitro foram vitrificados em solução de 25% de

etileno glicol e 25% de glicerol, com a exposição em 3 etapas de concentrações

crescentes, obtendo índices de eclosão entre 32 e 81%, conforme as condições de

cultivo após a descongelação.

Em estudo visando comparar os efeitos da congelação controlada

(0,3

o

C/minuto) e da vitrificação (25% de etileno glicol e 25% de glicerol, em 3 etapas de

concentrações crescentes) sobre o metabolismo e morfologia de embriões bovinos

produzidos in vitro, Kaidi et al. (2001) não obtiveram diferença entre os índices de re-

expansão e eclosão entre os dois protocolos testados e concluíram que ambos os

processos de criopreservação causaram danos ao metabolismo e às células

embrionárias, mesmo que por mecanismos diferentes, indicando porque ocorrem as

perdas embrionárias após a transferência.

Os resultados do presente trabalho não corroboram com a literatura, pois

houve diferença entre os índices de re-expansão e de eclosão, conforme o protocolo,

sendo que a congelação controlada (congelação lenta) apresentou resultado mais

satisfatório em relação a congelação rápida e a vitrificação.

Nicacio, A. C. Discussão

74

Já foi mostrado, em vários estudos, que o uso de soro fetal nos meios de

cultivo induz à produção de embriões com maior quantidade de lipídeos no citoplasma.

Assim, como já foi demonstrado em vários estudos, embriões com maior quantidade de

lipídeos são mais sensíveis à criopreservação (RIZOS et al., 2002; LONERGAN et al.,

2003; RIZOS et al., 2003; SEIDEL et al., 2006). Tendo em vista que os embriões deste

trabalho foram produzidos em meio SOFaa acrescido de Soro fetal Bovino (SFB),

acreditamos que estes embriões apresentaram quantidade de lipídeos elevada,

comprometendo sua criotolerância, justificando os índices menores de sobrevivência

após a congelação rápida e a vitrificação em comparação com dados da literatura.

Para facilitar o procedimento de transferência dos embriões após a

criopreservação foi desenvolvido por Leibo e Loskutoff (1993) uma maneira de remover

o crioprotetor dos embriões ainda na palheta (método “one step”). Para tal, nas

extremidades da palheta deve ser colocada uma solução contendo entre 0,3 e 1,0M de

sacarose (VAN WAGTENDONK –DE LEEUW et al., 1995). A sacarose vem sendo

utilizada na remoção de crioprotetores permeáveis tanto em protocolos de congelação

lenta (controlada) quanto em protocolos de vitrificação (AGCA et al., 1998).

O uso da sacarose visa permitir que o crioprotetor deixe o interior das células

embrionárias passivamente e por ser um agente impermeável às células serve para

manter o equilíbrio osmótico durante a descongelação, evitando a entrada de grande

quantidade de água nas células e, conseqüentemente, o choque osmótico ao embrião

(FAHNING; GARCIA, 1992; KASAI, 2002; MOORE; BONILA, 2006).

Durante a remoção dos crioprotetores permeáveis por difusão, usando a

sacarose na solução, os embriões permanecem contraídos. Esta condição de contração

das células pode ser prejudicial aos embriões (KASAI, 2002). Quando os embriões se

contraem muito em resposta a hipertonicidade do meio externo, alterando seu volume,

a membrana plasmática das células pode ser afetada, perdendo sua integridade e o

citoesqueleto pode perder sua organização. Portanto, existe um limite de tolerância do

embrião ao estresse osmótico, que deve ser determinado. Enquanto esse limite não é

estabelecido e nem outras possíveis conseqüências são determinadas, os protocolos

devem ser observados com cautela (AGCA et al., 1998).

Nicacio, A. C. Discussão

75

No presente trabalho utilizamos a concentração de 0,3M de sacarose,

embora não seja possível determinar o verdadeiro efeito da sacarose, uma vez que

apenas o grupo controlado apresentou resultados satisfatórios. Consideramos a

possibilidade de que esta concentração de sacarose não foi suficiente para a remoção

dos crioprotetores e reidratação adequada dos embriões dos grupos de congelação

rápida e vitrificação, sendo possível a ocorrência de choque osmótico no momento da

descongelação.

Para evitar esse estresse aos embriões, os crioprotetores devem ser

removidos em etapas, ou seja, os embriões devem passar por soluções menos

hipertônicas e depois por soluções isotônicas (KASAI, 2002). Mais uma vez, o

procedimento foi executado, porém não é possível concluir sobre sua influência, já que

apenas o grupo controlado obteve resultados satisfatórios, sendo possível que os

embriões tenham sofrido esse estresse osmótico.

Uma modificação nos procedimentos de criopreservação é manter as

palhetas com os embriões em vapor de nitrogênio líquido (-170

o

C), visando tanto

diminuir as rupturas de zona pelúcida quanto das palhetas (VAN WAGTENDONK –DE

LEEUW et al., 1995).

A fratura das células embrionárias ou da zona pelúcida acontece devido às

mudanças não uniformes de volume das soluções durante sua solidificação. Para

minimizar estas ocorrências, a temperatura crítica (ao redor de -130

o

C) em que ocorre a

mudança de fase da solução deve ser passada rapidamente, tanto na congelação

quanto na descongelação. São, ainda, relatadas fraturas nas palhetas onde os

embriões são acondicionados. Para evitar essas fraturas de palhetas recomenda-se o

uso de estruturas mais flexíveis ou a congelação em vapor de nitrogênio (KASAI, 2002).

Um dos protocolos (grupo de congelação rápida) foi feito em vapor de

nitrogênio e não foi verificada pela análise morfológica dos embriões nenhuma fratura

de zona pelúcida. Entretanto, devemos salientar que em nenhum dos grupos

experimentais este dano foi verificado quando morfologicamente avaliados os embriões

após a criopreservação. Logicamente, uma análise ultra-estrutural com auxílio de

microscopia eletrônica, talvez permitisse a observação mais acurada dos danos

ocorridos na zona pelúcida dos embriões deste trabalho.

Nicacio, A. C. Discussão

76

Outra maneira de minimizar as fraturas de zona pelúcida é pela

descongelação em ar e não diretamente em banho-maria a 20 ou 36

o

C (FAHNING;

GARCIA, 1992). O mesmo procedimento de descongelação foi feito neste trabalho e

não verificamos a ocorrência de fraturas na zona pelúcida. Mais uma vez, salientamos

que a análise feita foi apenas morfológica e que uma análise ultra-estrutural seria mais

acurada e eficiente para estas conclusões.

Como as condições experimentais e os protocolos de criopreservação de

embriões variam muito entre os trabalhos, é difícil comparar os índices de prenhez (van

WAGTENDONK –DE LEEUW et al., 1995).

Muitos estudos avaliaram a influência das condições de cultivo na produção

de embriões, visando melhorar sua qualidade (KHURANA; NIEMANN, 2000b;

NIEMANN; WRENZYCKI, 2000; FAIR et al., 2001; DOBRINSKY, 2002; LEONI; et al.,

2002; MOHAN et al., 2002; TESFAYE et al., 2003; PEREIRA; DODE; RUMPF, 2005;

LONERGAN et al., 2006).

Entretanto, poucos estudos avaliaram a influência das condições de cultivo

após a descongelação. Massip et al. (1993) testaram a influência do co-cultivo no meio

para cultivar embriões após a criopreservação. Os embriões foram criopreservados pelo

método controlado (congelação lenta) e cultivados na presença ou ausência de células

epiteliais bovinas no co-cultivo, demonstrando que o co-cultivo influenciou

positivamente os índices de re-expansão e eclosão (MASSIP et al., 1993).

Com resultados demonstrando que o mesmo protocolo de vitrificação (25%

de etileno glicol e 25% de glicerol) apresentou diferentes índices de sobrevivência e

eclosão conforme o meio de cultivo, Kaidi et al. (1998) afirmaram que houve influência

do cultivo após a descongelação.

No presente trabalho, os índices de eclosão também variaram em função do

meio de cultivo para o protocolo de congelação controlada (congelação lenta). Acredita-

se que os protocolos de congelação rápida e vitrificação não tenham apresentado

influência semelhante devido aos danos que os processos de criopreservação tenham

causado aos embriões, sendo estes descongelados sem condições de sobrevivência,

independente do meio de cultivo.

Nicacio, A. C. Discussão

77

Muitos trabalhos avaliam a viabilidade in vitro dos embriões e salientam a

necessidade de estabelecer maneiras mais confiáveis para avaliar os embriões, uma

vez que o estabelecimento de prenhez e nascimento de animais saudáveis é o método

mais confiável, assim como mais demorado e honeroso (KAIDI et al., 1998; PUGH;

TERVIT; NIEMANN, 2000; RIZOS et al., 2001; MARTINEZ et al., 2002; HOSHI, 2003;

RUSSELL et al., 2006; LIM et al., 2007).

Sabe-se da dificuldade de transferir embriões produzidos in vitro a partir de

oócitos oriundos de ovários de matadouro para avaliar a viabilidade in vivo. Considera-

se a viabilidade in vitro um método importante para analisar os embriões. Em virtude

dos resultados do presente trabalho, a influência do meio de cultivo após a

descongelação deve ser considerada, pois um mesmo protocolo de criopreservação,

realizado sob as mesmas condições experimentais, apresentou índices de

sobrevivência diferentes conforme o meio utilizado na análise de sua viabilidade. Para

tornar esta análise mais precisa, acredita-se que mais trabalhos possam ser

executados. A criopreservação de embriões produzidos in vitro é o objetivo final, porém

ainda existem muitos fatores a serem estudados até que seja encontrado um protocolo

adequado.

Uma das maneiras de analisar a influência do meio de cultivo é avaliar a

expressão gênica dos embriões nos diferentes meios, não apenas antes, mas também

após a criopreservação. Uma das ferramentas moleculares de eleição para a realização

desta análise é a técnica de Differential Display (DD-RT-PCR).

A técnica denominada DD-RT-PCR foi explicada por Sirard et al. (2007)

como um mecanismo comum de análise de RNAm baseado na amplificação com um

sistema de amplificação linear que usa um primer T-7, sendo transcrito um antisenso do

RNAm inicial que é amplificado e, se necessário, uma segunda amplificação pode ser

feita ao ser repetido o procedimento. Uma das principais vantagens é a necessidade de

pequeno número de embriões para a realização da análise, pois os produtos podem ser

clonados e seqüenciados (ZIMMERMANN; SCHULTZ, 1994), sendo possível realizar

todo o processo com entre 5 e 10ng de RNA e as amostras podem ser analisadas em

gel (PONSUKSILI et al., 2002).

Nicacio, A. C. Discussão

78

Para determinar as bases moleculares do desenvolvimento de embriões pré-

implantacionais, a expressão diferencial de genes de interesse deve ser identificada e

analisada detalhadamente. Entretanto, a quantidade de RNAm em embriões é limitada.

Reações de Transcrição Reversa associada com reações de PCR (RT-PCR) permitem

detectar raras mensagens em amostras biológicas pequenas e tem sido o método de

escolha para estudar individualmente genes em análises individuais de embriões

(WRENZYCKI; HERRMANN; NIEMANN, 2007).

Tesfaye et al. (2005) compararam o padrão de embriões em diferentes

estágios de desenvolvimento e identificaram possíveis genes alvo. Dessa forma,

confirmaram a possibilidade de utilizar a técnica de DD-RT-PCR para identificar genes

diferencialmente expressos. E ainda, utilizaram o monitoramento da fluorescência,

executando a reação de PCR em Tempo Real para validar os resultados da DD-RT-

PCR e quantificar com acurácia os transcritos.

A técnica de DD-RT-PCR tem limitações como a alta quantidade de falsos

positivos e a necessidade de isolar os fragmentos do gel e repetir a sua amplificação e

clonagem (PONSUKSILI et al., 2002), sendo recomendado a realização de análise com

PCR em Tempo Real para validação dos resultados (TESFAYE et al., 2005). Além

disso, a análise por PCR em Tempo Real permite quantificar a quantidade inicial de

material e eliminar a necessidade de análise em gel dos produtos (LECHNIAK, 2002),

sendo um método preciso e eficiente para avaliar os níveis de transcritos de múltiplos

genes com pequenas amostras de embriões (ROBERT et al., 2002).

Em bovinos, a transcrição tem níveis muito baixos antes do estágio de oito

células, quando acontece a ativação do genoma embrionário. Porém, a queda na

quantidade de RNAm ao longo do desenvolvimento embrionário não é necessariamente

devido a transcrição que esteja ocorrendo, mas sim devido a degradação deste RNAm

de origem materno. Portanto, a interpretação dos níveis de RNAm deve ser considerada

de maneira diferente entre os embriões antes e após a ativação do genoma embrionário

(SIRARD et al., 2005).

Além disso, os níveis de RNAm provavelmente não refletem os níveis

protéicos apresentados pelo embrião, embora muitos dos sistemas regulatórios que

atuam em embriões possam ser analisados já que a transcrição é a primeira resposta

Nicacio, A. C. Discussão

79

celular à diferenciação ou aos estímulos de desenvolvimento. Dessa forma, a análise

da expressão permite examinar a resposta embrionária às mudanças ambientais ou ao

desenvolvimento (SIRARD et al., 2005).

Embora a literatura relate a necessidade de pouco material para a execução

de técnicas como a análise de expressão gênica pela DD-RT-PCR e para a técnica de

PCR em Tempo Real (TESFAYE et al., 2005), neste trabalho encontramos dificuldade

em executar a análise com a mesma quantidade de embriões referidos na literatura. O

uso da técnica de PCR em Tempo Real, monitorada por fluorescência, tem emergido

como uma importante ferramenta para validar os resultados da análise por DD-RT-PCR,

análise serial de expressão gênica (SAGE) a experimentos de cDNA, requerendo

menos RNAm (TESFAYE et al., 2005). Por isso a técnica de PCR em Tempo Real foi

escolhida para analisar os produtos da reação de Transcrição Reversa (RT-PCR) neste

trabalho.

Pikó e Clegg (1982), ao estudarem as mudanças quantitativas de RNA total

presente em embriões murinos, relataram que a quantidade de RNA presente entre os

estágios de 2 células, 8-16 células e blastocisto inicial, aumentou significativamente

(p<0,001). A partir do estágio de 2 células, o RNA presente nestes embriões aumentou

rapidamente, sendo que os embriões de 8-16 células apresentaram cerca de duas

vezes mais RNA e os blastocistos iniciais apresentaram seis vezes mais RNA. E, ainda,

neste trabalho, Pikó e Clegg relataram que blastocistos iniciais murinos (com 32

células) apresentam, em média, 1,47 ± 0,08ng de RNA.

Zimmermann e Schultz (1994), ao executarem a técnica de DD-RT-PCR em

embriões murinos, utilizaram 50 embriões em estágio de 2 células, 25 embriões em

estágio de 8 células e 10 embriões em estágio de blastocisto, sendo estes valores

equivalentes a 10pg de RNA.

Corcoran et al. (2007), ao analisarem a expressão temporal de transcritos

relacionados com a qualidade embrionária de embriões bovinos cultivados entre os

estágios de 2 células até blastocistos, utilizaram 5 pools de 10 embriões por estágio

para realizar a análise quantitativa por PCR em Tempo Real.

Goossens et al. (2005), ao realizarem um estudo envolvendo análise

quantitativa em PCR em Tempo Real em embriões bovinos pré-implantacionais,

Nicacio, A. C. Discussão

80

utilizaram pools de 20 embriões para a extração de RNA. Como a quantidade de RNA

era muito pequena, não foi possível quantificar as amostras em espectrofotômetro.

No presente trabalho, foram utilizados 2 pools de 10 blastocistos expandidos,

tanto para os embriões do grupo criopreservado quanto para os grupos de embriões

frescos. Porém, a análise feita com PCR em Tempo Real permitiu observar que as

amplificações começaram a acontecer tardiamente em comparação com o controle

positivo, indicando que a quantidade de RNAm e cDNA não foram suficientes para

visualização de transcritos em gel de agarose e nem mesmo em gel de poliacrilamida.

Acreditamos que, ao aumentar a quantidade de embriões, haverá aumento do RNAm

disponível, sendo possível a transcrição de cDNA e sua amplificação e, assim, seja

possível realizar a análise da expressão gênica destes grupos experimentais.

A análise com PCR em Tempo Real também permitiu verificar que houve

diferença de resposta conforme o primer âncora, ou seja, um primer âncora apenas

apresentou amplificação, indicando uma possível deficiência ou inatividade de alguns

primers ou da reação.

Da mesma maneira, como um primer âncora apresentou amplificação

apenas no grupo de embriões frescos e não apresentou amplificação no grupo de

embriões criopreservados, acreditamos ser devido a pequena quantidade de RNAm e

cDNA disponíveis para as reações. O que está de acordo com a literatura que relata a

degradação de RNAm durante o processo de criopreservação de embriões humanos de

2 células (GARDNER; LANE, 2005).

Condições subótimas de cultivo durante o período pré-implantacional podem

alterar a degradação do RNAm tanto de origem materna, quando acontece durante a

maturação oocitária, quanto de origem embrionária, quando acontece durante o período

de ativação do genoma embrionário (BADR et al., 2007).

Novas técnicas de mensurar níveis de RNA de embriões em estágio pré-

implantacional pela reação de transcrição reversa (RT-PCR) vem sendo desenvolvida e

utilizada por ser menos laboriosa do que técnicas como o Northern blot. Entretanto, em

virtude de sua eficiência e cinética, o produto final após a amplificação pode não ser

acurado e refletir a concentração inicial de RNA da amostra. A técnica de PCR em

Tempo Real em que os dados são geralmente normalizados é bem menos variável do

Nicacio, A. C. Discussão

81

que a técnica convencional de RT-PCR, não tendo os resultados influenciados por

escassez de algum componente da reação no nível de plateau, fornecendo a

quantificação mais precisa e sensível da quantidade de RNA presente na amostra. E

ainda é uma técnica bastante interessante quando há pouca disponibilidade de células

para análise (GOOSSENS et al., 2005).

82

Conclusões

Nicacio, A. C. Conclusões

83

9 CONCLUSÕES

O método de congelação controlada, com velocidade de resfriamento de

1,2

o

C por minuto, apresentou índice de viabilidade in vitro adequado. Enquanto os

métodos de congelação rápida e de vitrificação apresentaram menores índices de

viabilidade embrionária.

O cultivo após a descongelação exerce influência sobre a viabilidade

embrionária, sendo o meio TCM199 adequado para avaliar a criopreservação de

embriões bovinos produzidos in vitro.

A análise da expressão gênica não foi possível com esta quantidade de

embriões (20 blastocistos expandidos), tanto para os embriões criopreservados quanto

para os embriões frescos.

84

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Nicacio, A. C. Referências

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95

Anexos

Nicacio, A. C. Anexos

96

ANEXOS

Anexo A – Soluções Estoque para Produção de Embriões

A.1 – Solução de Gentamicina (10mg/ml)

Reagente Quantidade Código

Gentamicina 0,1000g Sigma® (G-1264)

Solução Fisiológica 10ml

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

A.2 – Solução de Piruvato (0,2mM)

Reagente Quantidade Código

Piruvato 0,1320g Sigma® (P-4562)

Solução Fisiológica 12ml

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

A.3 – Solução de Estradiol (1mg/ml)

Reagente Quantidade Código

Estradiol 0,02041g Sigma® (E-4389)

Água MiliQ 1ml

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

Nicacio, A. C. Anexos

97

A.4 – Solução de FSH

A.4.1 – Solução “Mãe”

Reagente Quantidade Código

Folltropin® (400mg)

Solução Fisiológica 2ml

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

A.4.2 – Solução FSH (0,5mg/ml)

Reagente Quantidade Código

Solução “Mãe”

50l

TCM199 Sodium

Bicarbonate

20ml Gibco® (11150-059)

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

A.5 – Solução de LH (700UI/ml)

Reagente Quantidade Código

Chorulon® (5000UI) Intervet® (hCG)

TCM199 Sodium

Bicarbonate

7,14ml Gibco® (11150-059)

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

Nicacio, A. C. Anexos

98

A.6 – Solução 10X

A.6.1 – Solução KCl (1M)

Reagente Quantidade Código

KCl 0,3725g Sigma® (P-4504)

H

2

O MiliQ 5ml

A.6.2 – Solução NaH

2

PO

4

.H

2

O (0,1M)

Reagente Quantidade Código

NaH

2

PO

4

.H

2

O 0,0690 g Sigma® (S-5011)

H

2

O MiliQ 5ml

A.6.3 – Solução 10X (final)

Reagente Quantidade Código

KCl (1M)

772,5l

NaH

2

PO

4

.H

2

O (0,1M)

730,0l

NaCl 1,1687g Sigma® (S-9625)

HEPES 0,5950g Sigma® (H-0891)

H

2

O MiliQ 25ml (q.s.p.)

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

Nicacio, A. C. Anexos

99

A.7 – Solução de CaCl

2

(1M)

Reagente Quantidade Código

CaCl

2

0,7350g Sigma®

H

2

O MiliQ 5ml

Armazenamento: geladeira (4

o

C)

Validade: 4 meses

A.8 – Solução de Heparina (10mg/ml)

Reagente Quantidade Código

Heparina 0,0200g Sigma® (H-3149)

Meio FIV 2ml

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

A.9 – Solução de MgCl

2

(0,1M)

Reagente Quantidade Código

MgCl

2

0,1015g Sigma®

H

2

O MiliQ 5ml

Armazenamento: geladeira (4

o

C)

Validade: 4 meses

Nicacio, A. C. Anexos

100

A.10 – Solução PHE

A.10.1 – Solução de Penicilamina (2μM)

Reagente Quantidade Código

DL - Penicillamine 0,0030g Sigma® (P-5125)

Solução Fisiológica 10ml

A.10.2 – Solução de Hipotaurina (1μM)

Reagente Quantidade Código

Hypotaurine 0,00109g Sigma® (H-1384)

Solução Fisiológica 10ml

A.10.3 – Solução de Epinefrina (0,25μM)

Reagente Quantidade Código

Epinephrine 0,00183g Sigma® (E-4250)

Solução pH 4.0 40ml

Nicacio, A. C. Anexos

101

A.10.4 – Solução pH 4.0

Reagente Quantidade Código

Na-lactato

125,9l

Na-metabisulfite 0,0500g

H

2

O MiliQ 50ml

*Corrigir o pH com solução 1N de HCl

A.10.5 – Solução 1N de HCl

Reagente Quantidade Código

HCl 8,28ml

Água MiIliQ 100ml

A.10.6 – Solução PHE (final)

Reagente Quantidade Concentração

Solução de Penicilamina 2,5ml

0,270g/100ml

Solução de Hipotaurina 2,5ml

0,100g/100ml

Solução de Epinefrina 2,0ml

0,033g/100ml

Solução Fisiológica 4,0ml

Armazenamento: freezer (-20

o

C)

Validade: 6 meses

Nicacio, A. C. Anexos

102

A.11 – Solução TL Sêmen

Reagente Quantidade Código

NaCl 0,0873g Sigma® (S-9625)

KCl 0,00345g Sigma® (P-4504)

MgCl

2

* 0,0012g

NaH

2

PO

4

0,00052g Sigma® (S-5011)

NaHCO

3

0,0315g Sigma® (S-5761)

CaCl

2

H

2

O* 0,0045g

Phenol Red 0,00015g Sigma® (P-4633)

DL-Lactic Acid

46,5l

Sigma® (L-7900)

Hepes 0,0357g Sigma® (H-0891)

Água MiliQ qsp 15ml

* Pesar separadamente

pH = 7,4; OSM = 295-300

Armazenamento: geladeira (4

o

C)

Validade: 2 semanas

A.12 – Solução TL Stock

Reagente Quantidade Código

NaCl 0,1665g Sigma® (S-9625)

KCl 0,0060g Sigma® (P-4504)

MgCl

2

* 0,0025g

NaH

2

PO

4

0,00102g Sigma® (S-5011)

NaHCO

3

0,0525g Sigma® (S-5761)

CaCl

2

H

2

O* 0,0075g

Phenol Red 0,00025g Sigma® (P-4633)

DL - Lactic Acid

35,75l

Sigma® (L-7900)

Água MiliQ qsp 25ml

* Pesar separadamente

pH = 7,4; OSM = 295-300

Armazenamento: geladeira (4

o

C)

Validade: 2 semanas

Nicacio, A. C. Anexos

103

A.13 – SOF (Estoque)

Reagente Quantidade Código

NaCl 0,6294 Sigma® (S-9625)

KCl 0,0534 Sigma® (P-4504)

KH

2

PO

4

0,0162 Sigma® (P-5655)

NaHCO

3

0,2106 Sigma® (S-5761)

Na lactato 0,0370

DL - Lactic Acid Sigma® (L-7900)

Phenol red 0,00013 Sigma® (P-4633)

L-glutamina 0,0146 Sigma® (G-1517)

MgCl

2

7H

2

O* 0,0098

CaCl

2

*

0,0252

* Pesar separadamente

Armazenamento: geladeira (4

o

C)

Validade: 2 meses

Nicacio, A. C. Anexos

104

Anexo B – Meios de uso para produção de embriões

Preparados no dia que serão utilizados. Todos os meios de uso são filtrados em filtro

Millipore 0,22m.

B.1 - Meio de Lavagem para MIV (Pré–MIV)

Reagente Quantidade Concentração

TCM 199 com HEPES

(Gibco®)

4,5 ml

Soro Fetal Bovino (SFB) 0,5 ml (10%)

Piruvato

10 l

Gentamicina

25 l

(0,05mg/ml)

B.2 - Meio de Maturação (MIV)

Reagente Quantidade Concentração

TCM199 Sodium Bicarbonate

(Gibco® - 11150-059)

4,5 ml

SFB 0,5 ml (10%)

Piruvato

10 l

Gentamicina

25 l

(0,05mg/ml)

FSH

5 l

(0,5μg/ml)

LH

50 l

(7UI/ml)

Estradiol*

5 l

(~1μg/ml)

*Acrescentar após filtrar

Nicacio, A. C. Anexos

105

B.3 - Meio de Lavagem para FIV (Pré-FIV)

Reagente Quantidade Concentração

TCM-199 com HEPES

(Gibco®)

10 ml

BSA – V (Sigma® A-

9647)

0,030 g

Piruvato

20 l

Gentamicina

50 l

(0,05mg/ml)

B.4 - Meio de Fecundação (FIV)

Reagente Quantidade Concentração

TL – Stock 5 ml

BSA – Livre de Ácidos

Graxos (Sigma® A-6003)

0,030 g

Piruvato

10 l

Gentamicina

25 l

(0,05mg/ml)

B.5 - Meio FIV Gota (Gota)

Reagente Quantidade Concentração

Meio FIV

3.640 l

Heparina

40 l

(100mg/ml)

PHE

160 l

Nicacio, A. C. Anexos

106

B.6 - Percoll 90%

Reagente Quantidade Concentração

Percoll (Sigma® P-1644) 3,6 ml

Solução 10 x 0,4 ml

CaCl

2

2H

2

0 1M

8 l

MgCl

2

6H

2

O 0,1M

15,6 l

Na Lactato

14,8 l

NaHCO

3

(Sigma® S-5761)

B.7 - Percoll 45%

Reagente Quantidade Concentração

Percoll 90% 1ml

TL Sêmen 1ml

B.8 – Meio de cultivo (SOFaa)

Reagente Quantidade Concentração

SOF estoque 4,6 ml

SFB 0,25 ml (5%)

Aminoácidos essenciais

100 l

Sigma® (M-5550)

Aminoácidos não

essenciais

50 l

Sigma® (M-7145)

Nicacio, A. C. Anexos

107

B.9 – Meio de cultivo (TCM199)

Reagente Quantidade Concentração

TCM199 Sodium

Bicarbonate (Gibco® -

11150-059)

4,5 ml

SFB 0,5 ml (10%)

Piruvato

10 l

Gentamicina

25 l

(0,05mg/ml)

Nicacio, A. C. Anexos

108

Anexo C – MEIOS DE CONGELAÇÃO

C.1 – Meio de Lavagem dos embriões (LAV)

Reagente Quantidade Concentração

PBS 3,0ml

BSA V (Sigma® A-9647) 0,02g

C.2 – Meio das extremidades das palhetas (SAC)

Reagente Quantidade Concentração

PBS 3,0ml

BSA V (Sigma® A-9647) 0,02g

Sacarose (Sigma® 0,5g

C.3 - Solução de 10% de Etileno Glicol (EG10)

Reagente Quantidade Concentração

PBS 4,5ml

BSA V (Sigma® A-9647) 0,02g

Etileno Glicol 0,5ml (10%)

Nicacio, A. C. Anexos

109

C.4 - Solução de 20% de Etileno Glicol e 20% de Glicerol (EG20/Gli20)

Reagente Quantidade Concentração

PBS 3,0ml

BSA V (Sigma® A-9647) 0,02g

Etileno Glicol 1,0ml (20%)

Glicerol (Sigma® G-5516) 1,0ml (20%)

C.5 - Solução de 25% de Etileno Glicol e 25% de Glicerol (EG25/Gli25)

Reagente Quantidade Concentração

PBS 2,5ml

BSA V (Sigma® A-9647) 0,02g

Etileno Glicol 1,25ml (25%)

Glicerol (Sigma® G-5516) 1,25ml (25%)

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