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Universidade Estadual do Ceará
Caro li na Sidrim de Paula Ca valca nte
CARACTE RIZAÇÃO DAS DE RMATOF ITOSE S CANINA E
FEL INA E MANUTE NÇÃO DE CEPAS DE RMATOF ÍTICAS IN
VI T R O
Fortal eza-Cea rá
2006
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Universidade Estadual do Ceará
Caro li na Sidrim de Paula Ca valca nte
CARACTE RIZAÇÃO DAS DE RMATOF ITOSE S CANINA E
FEL INA E MANUTE NÇÃO DE CEPAS DE RMATOF ÍTICAS IN
VI T R O
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
graduação em Ciências Veterinárias da Faculdade
de Veterinária da Universidade Estadual do Ceará,
como requisito parcial, para a obtenção do grau de
Mestre em Ciências Veterinárias.
Área de concen t ração: Reprodução e Sanidade
Animal
Orientador: Dr. Marcos Fábio Gadelha Rocha
Fortaleza - Ceará
2006
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iii
C376c Cavalcante, Carolina Sidrim de Paula
Caracterização das dermatofitoses canina e felina e
manutenção de cepas dermatofíticas in vitro / Carolina Sidri
m
de Paula Cavalvante. _ Fortaleza, 2006.
90 p.; il.
Orientador: Prof. Dr. Marcos Fábio Gadelha Rocha.
Dissertação (Mestrado em Ciências Veterinárias) –
Universidade Estadual do Ceará, Faculdade de Veterinária.
1. Dermatofitoses. 2. Microsporum. 3. Estocagem. 4.
Gatos. 5. Cães. I. Universidade Estadual do Ceará, Faculdade
de Veterinária.
CDD: 636.089
iv
Universidade Estadual do Ceará
v
AGRADECIMENTOS
Aos meus pais, Miguel e Maria de Fátima, pelo amor, amizade e apoio incondicional.
Aos meus irmãos Rafael e Natália. Meus queridos, a presença, a amizade e o apoio de
vocês foram fundamentais nesse momento.
Ao Gustavo, cujo incentivo e admiração me fazem acreditar que posso sempre mais.
Obrigada por estar presente em minha vida.
À minha querida avó, Maria Francisca, por todo o amor e por ter feito da sua casa um
ambiente acolhedor em todos os momentos.
Ao Mariano e à Ifigênia, que participaram de maneira amorosa, firme e decisiva em todos
os momentos de minha vida.
Ao Prof. Dr. Marcos Fábio Gadelha Rocha, pelo constante apoio na execução deste
trabalho. Obrigada pela paciência, amizade, e por todas as oportunidades que tem me dado até
aqui.
À Sâmia Brilhante e Rossana Cordeiro, vocês são pessoas maravilhosas, sempre dispostas
a ajudar e dividir seus conhecimentos. Sem a ajuda de vocês esta dissertação não existiria.
Ao Prof. Dr. José Júlio Costa Sidrim, pelo acolhimento no Centro Especializado em
Micologia Médica (CEMM).
Aos meus queridos amigos da Pós-Graduação, Raquel Fontenelle, Francisco Atualpa
Júnior, Marilena Prado, Karoline Freire que facilitaram bastante a minha caminhada. Foi
importantíssima a presença de vocês.
À Érika Helena, minha querida, muito obrigada por me fazer a todo momento
compreender o que significa amizade.
vi
Ao Olavo, Terezinha e Monalisa, pela paciência, disponibilidade, simpatia e ajuda na
realização das tarefas.
À CAPES pela importante ajuda financeira ao longo destes dois anos.
Ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias da Universidade Estadual do
Ceará.
vii
RESUM O
Durante o período compreendido entre Março-2005 e Fevereiro-2006, espécimes clínicos de 174
cães e 28 de gatos, da cidade de Fortaleza-CE, Brasil, foram examinados no Centro Especializado
em Micologia Médica (CEMM) da Universidade Federal do Ceará para diagnosticar animais com
dermatofitose. Dermatófitos foram isolados em 22 dos 174 (12,64%) espécimes de cães e em 9
dos 28 (32,14%) espécimes de gatos. Os dermatófitos identificados foram o Microsporum canis e
Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes. O M. canis foi o mais frequentemente
isolado, em 21 (95,45%) dos cães e em 100% dos gatos. Foi observada uma alta proporção de
culturas positivas em gatos com menos de um ano de idade, 43,75% destes foram positivos para
dermatófitos. Para os cães nenhuma diferença significativa em relação à idade foi identificada. As
raças mais representativas com dermatofitose foram Yorkshire Terriers (35,5%), Poodles (14,3%)
Doberman Pinschers (11,8%). Gatos da raça persa foram mais frequentemente representados com
dermatofitose (50%). A análise para avaliação da estocagem teve por objetivo principal avaliar
diferentesmétodos de estocagem para cepas de M. canis, M. gypseum, T. mentagrophytes var.
mentagrophytes, T. tonsurans, isolados de cães e gatos. Um total de 172 cepas de dermatófitos
foram mantidas em ágar batata acrescido de dimetil-sulfóxido (DMSO) 10% a -20ºC, ágar batata
acrescido de glicerol 100% a -20ºC, ágar batata sem adição de crioprotetores a -20º C, e em
solução salina acrescida de óleo mineral a 25ºC. As cepas estavam estocadas em diferentes
períodos desde Março/2002 (38 meses) a Maio/2004 (12 meses). Os resultados sugerem que para
garantir a viabilidade cada cepa de M. canis deve ser mantida em pelo menos dois dos métodos
de estocagem, ágar batata acrescido de glicerol 100% a -20ºC e em solução salina acrescida de
óleo mineral mantidas a 25ºC; e todos os métodos de estocagem podem ser utilizados para
preservação das outras espécies de dermatófitos.
viii
ABS TRACT
Over a one year period (March 2005 – February 2006), clinical specimens from 174 dogs and 28
cats, from the city of Fortaleza, Ceará, Brazil, were examined at the Specialized Medical
Mycology Center at the Federal University of Ceará to detect animals with dermatophytoses.
Dermatophytes were isolated from 22 of the 174 (12,64%) canine specimens and 9 of the 28
(32,14%) feline specimens. The identified dermatophytes were Microsporum canis and
Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes. M. canis was the most common species
isolated 21 (95,45%) for dogs and 100% for cats. There was a high proportion of positive cultures
from cats less than 1 year of age, 43,75% positive for dermatophytes. In dogs no significant
differences between the ages were detected. The breads most representative to dermatophytoses
were Yorkshire Terriers (35,5%), Poodles (14,3%), Doberman Pinschers (11,8%). Persian cats
showed the highest positivity for dermatophytoses (50%). The main objective of this investigation
was to evaluate different methods of storage for strains of M. canis, M. gypseum, T.
mentagrophytes var. mentagrophytes and T. tonsurans, isolated from dogs and cats. A total of 172
strains of dermatophytes were maintained in different methods of storage, such as potato agar
added to 10% dimethyl-sulfoxide at -20º C; potato agar added to glycerol (100%) at -20º C; potato
agar at -20º C and saline with a mineral-oil layer 25º C. The strains were stored, different periods
between March/2002 (38 months) to May/2004 (12 months). The results suggest that to ensure
optimal viability each M. canis isolate maintained should be held in at least two methods of
storage, potato agar added to glycerol (100%) at -20º C and saline with a mineral-oil layer 25º C;
and that todos methods of storage can be used for preservation of others dermatophytes species.
ix
LISTA DE TAB ELAS e GRÁFICO S
Tabe la 1: Prevalência de dermatofitose em cães e gatos na cidade de Fortaleza – CE,
no período de Março/2005 a Fevereiro/2006 28
Tabe la 2: Prevalência de dermatofitose em cães e gatos relacionada à idade dos
animais 29
Tabe la 3: Espécies de dermatófitos isolados de cães e gatos com lesões sugestivas de
dermatofitose 29
Tabela 4: Macromorfologia das cepas de M. canis isoladas de cães e gatos em agar
batata e agar Sabouraud 31
Tabe la 5: . Descrição dos resultados da viabilidade das cepas de dermatófitos em BHI
e em ágar-batata 32
Tabela 6: Resultado em BHI em relação às espécies e ao tipo de estoque 33
Tabela 7: Estatísticas do tempo de estocagem (meses), em relação às espécies, ao tipo
de estoque e resultado observado no sétimo dia em BHI 35
Grá fico 1: Resultado em BHI, em relação às espécies e ao tipo de estoque 34
Grá fico 2: Distribuição de freqüência do tempo de estocagem (meses), em relação à
espécie, M. canis no tipo de estocagem Salina 25ºC e resultado observado dia em
BHI 36
x
LISTA DE ANEXOS
Anexo I: Artigo estocagem 57
Ane xo II: Ficha epidemiológica 71
Ane xo II I: Ficha de identificação dermatófitos 73
xi
LISTA DE ABREVIATU RAS
DMSO Dimetil-sulfóxido
°C Graus Celsius
mL Mililitro
N° Número
pH Potencial Hidrogeniônico
S/A Ágar Sabouraud
BHI Brain Hearth Infusion
xii
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Verso da colônia de M. canis em ágar batata. 09
Figura 02: Microcultivo de M. canis com numerosos macroconídios 10
Figura 03: Detalhe do verso da colônia de T. mentagrophytes 11
Figura 04: Micromorfologia de T. mentagrophytes 11
Figura 05: Verso da colônia de M. gypseum em ágar batata. 12
Figura 06: Microcultivo de M. gypseum 12
xiii
SUM ÁRIO
1 INTRODUÇÃO 1
2 REVISÃO DE LITERATURA 2
2.1 Micologia: Abordagem geral 2
2.2 Dermatófitos de impo rtância veteriná ria 4
2.2.1 Dermatofitose: uma breve apresentação 4
2.2.2 Diagnóstico clínico-laboratorial das dermatofitoses 7
2.2.3 Aspectos epidemiológicos das dermatofitoses 13
2.3 Estocagem de microorganismos 15
2.3.1 Estocagem de fungos: abordagem geral 15
3 JUS TIFICA TIV A 22
4 HIPÓTES E CIENTÍ FICA 23
5 OBJETIVOS 24
5.1 Objetivo Geral 24
5.2 Objetivos Específicos 24
6 M A TERIAL E M ÉTODO S 25
xiv
6.1 Estudo epidemiológico 25
6.1.1 Colheita do material 25
6.1.2 Identificação laboratorial 25
6.2 Avaliação da estocagem 26
7 RES ULTADOS 28
8 DISCUSS ÃO 37
9 CONCLUS ÕES 43
10 REFERÊNCIAS BIB LIOGRÁFICAS 44
ANEXOS 57
1
1. INTRODUÇÃO
Os fungos são microrganismos que estão distribuídos na natureza em todos os
habitats, como o ar, o solo e a água, além da microbiota de humanos e animais.
Com o avanço da tecnologia e a melhoria dos recursos de diagnóstico, observa-
se um aumento crescente na incidência das micoses, em especial as dermatofitoses, em
cães e gatos.
As dermatofitoses são micoses superficiais causadas por fungos filamentosos,
hialinos, septados, queratinofílicos, capazes de colonizar e causar lesões no extrato
córneo de animais e do homem. Esses fungos podem ser classificados em antropofílicos,
zoofílicos e geofílicos de acordo com a sua evolução adaptativa (SIDRIM & ROCHA,
2004).
Com isso, a identificação e estocagem de cepas fúngicas vêm sendo cada vez
mais estudadas, tendo em vista a necessidade de caracterizar a biodiversidade fúngica
de nossa região frente às novas ferramentas que auxiliam no desenvolvimento destas
técnicas (ODDS, 1991).
A estocagem de microorganismos é um processo complexo, que auxilia no
conhecimento de informações sobre esses agentes patógenos, além de fornecer
subsídios para a análise do perfil de sensibilidade dessas cepas frente às drogas
antifúngicas disponíveis comercialmente.
Diante disso, diversas metodologias de estocagem vêm sendo descritas para a
preservação e manutenção de cepas fúngicas por longos períodos. Entretanto, nenhuma
delas é relacionada pela literatura como uma forma definitiva, sendo necessária a
utilização de duas ou mais metodologias a fim de garantir a recuperação das cepas de
forma eficiente, com a manutenção de sua viabilidade, bem como com a preservação de
suas características fenotípicas e genotípicas.
Baseado no exposto, torna-se evidente o importante papel de estudos que visem
a caracterização epidemiológica das dermatofitoses canina e felina, assim como, a
manutenção adequada de cepas dermatofíticas, haja visto que esta última é fundamental
para investigações laboratoriais, no tocante a padronização das características
fenotípicas e genotípicas desses microrganismos.
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2
2.1 Micologia: abordagem geral
Os fungos são microrganismos eucariontes, cuja membrana plasmática é
constituída em grande parte por ergosterol, e que possuem parede celular composta de
polissacarídeos e, algumas outras macromoléculas. Por aproveitarem a energia contida
em ligações químicas dos diversos nutrientes são considerados heterotróficos (SIDRIM
& ROCHA, 2004). São microorganismos considerados ubíquos no meio ambiente,
sendo impossível erradicá-los (SYMOENS & NOLARD, 1999).
Esses microorganimos podem se reproduzir de duas formas: a assexuada ou
anamorfa, e pela forma sexuada ou teleomorfa. Em países considerados tropicais e
subtropicais, a maioria dos fungos manifesta apenas a forma assexuada, sendo esta a
base para sua classificação taxonômica (RIPOON, 1988).
A caracterização dos fungos pode ser feita de acordo com sua estrutura celular.
Nesse caso, temos as leveduras que apresentam estrutura unicelular, arredondada,
denominada blastoconídio; e os fungos filamentosos que possuem unidade estrutural
denominada hifa. Existe ainda, os fungos dimórficos que se apresentam filamentosos
em temperatura ambiente (25ºC - 28ºC) e leveduriformes à uma temperatura de 37º C
(LACAZ et al., 1998).
A maioria das espécies fúngicas apresenta-se na natureza na forma filamentosa.
As hifas são estruturas tubulares ramificadas e pluricelulares. Apesar de freqüentemente
apresentarem na sua constituição os septos, estes podem não ser vistos como estruturas
de separação entre as células uma vez que apresentam um grande número de poros que
permitem a passagem de estruturas celulares de uma célula para outra (SIDRIM &
ROCHA, 2004).
Apesar dos fungos, de um modo geral não necessitarem colonizar ou infectar
tecidos vivos para se perpetuarem, algumas espécies fúngicas participam da microbiota
de homens e animais sem, com isso, lhes causar qualquer enfermidade. Por outro lado,
os fungos podem ser agentes de processos infecciosos denominados micoses, bem
como, quadros de hipersensibilidade, micetismos e micotoxicoses (LACAZ et al.,
1998).
As infecções causadas por fungos parecem ser acidentais, ou seja, sua grande
maioria não é contagiosa, mas, adquirida por exposição do indivíduo a uma fonte
natural de ocorrência do fungo. Existem na natureza mais de 250 mil espécies fúngicas
3
conhecidas atualmente. Dentre estas, apenas aproximadamente trezentas foram
identificadas, pelo menos uma vez, em processo patológico em seres humanos ou
animais (LOPES et al., 2004).
As micoses podem ser classificadas clinicamente em sistêmicas, subcutâneas e
superficiais, de acordo com o grau de envolvimento no tecido e o sítio de instalação do
agente infeccioso no hospedeiro (TORTORA et al., 2000). Dentre as micoses sistêmicas
ou profundas de interesse veterinário têm-se a histoplasmose, blastomicose e a
coccidioidomicose (SIDRIM & ROCHA, 2004). A feohifomicose têm sido reportada
em gatos, manifestando-se mais freqüentemente em tecidos subcutâneos, sendo
causadas por diversas espécies de fungos demáceos (MENDLEAU & HNILICA, 2003).
Entretanto, nos casos de micoses subcutâneas e profundas, os dados de literatura são
escassos e provavelmente não traduzem a real incidência destas infecções.
Dentre as infecções fúngicas, as micoses superficiais se destacam devido a
freqüência de casos reportados em humanos e pequenos animais. As micoses
superficiais podem ser classificadas em micoses superficiais estritas e dermatofitoses.
As micoses superficiais estritas possuem a característica de acometerem a camada mais
superficial do extrato córneo de humanos e animais, não induzindo nenhuma resposta
inflamatória no hospedeiro (SIDRIM & ROCHA, 2004). Dentre as micoses superficiais,
as malassezioses tem sido relatadas em animais domésticos causando dermatomicoses e
otites (CRESPO et al., 2000).
As dermatofitoses são micoses superficiais causadas por fungos denominados de
dermatófitos. Esses seres pertencem ao grupo dos fungos filamentosos, hialinos,
septados, queratinofílicos, sensíveis à griseofulvina, capazes de colonizar e causar
lesões no extrato córneo do homem e animais. As dermatofitoses são caracterizadas por
lesões circulares discretas, com áreas de alopecia, bordos eritematosos e vesiculares,
que circunscrevem uma parte central descamativa. Por serem ricas em queratina, as
regiões da pele, pêlos e unhas são frequentemente acometidas por dermatófitos
((MENDLEAU & HNILICA, 2003; SIDRIM & ROCHA, 2004). Nos últimos anos, a
literatura especializada vem divulgando um substancial aumento das micoses, sendo as
dermatofitoses as principais infecções responsáveis por esse fenômeno.
4
2.2 Dermatófitos de impo rtância veteriná ria
2.2.1 Dermatofitose: uma breve apresentação
A dermatofitose é uma micose superficial causada por microorganismos
taxonomicamente relacionados e denominados de dermatófitos (KAC, 2000).
Os dermatófitos ocorrem com relativa freqüência na clínica de pequenos
animais, e a dermatofitose é a mais comum enfermidade causada por fungos em cães e
gatos no hemisfério ocidental (ROCHETE et al., 2003). Dados de incidência e
prevalência variam em função do clima e dos reservatórios naturais, e autores relatam
uma correlação positiva entre as dermatofitoses e a alta umidade (CABAÑES, 2000).
Animais de todas as idades, sexo ou raça são susceptíveis a infecções por
dermatófitos, embora a doença ocorra mais comumente em animais jovens, velhos e
imunodeprimidos (MORIELLO, 2004).
Vários autores citam que algumas dermatofitoses podem ser consideradas
zoonoses (GARCIA & BLANCO, 2000; CRESPO et al., 2000; TAKAHASHI, 2003).
Devido aos aspectos de saúde pública, as dermatofitoses em cães e gatos merecem
atenção especial, uma vez que estes animais mantêm estreito contato com humanos,
especialmente crianças, normalmente susceptíveis à doença (COSTA et al., 2002).
Os dermatófitos pertencem ao reino Fungi, filo Mycota. As dermatofitoses são
causadas por três gêneros de fungos patogênicos: Microsporum, Trichophyton e
Epidermophyton (SIDRIM & ROCHA, 2004), cuja diferenciação é realizada de acordo
com a forma dos macroconídios e dos microconídios (GRÄSER et al., 1998).
Entretanto, as espécies responsáveis pela ocorrência de dermatofitose em cães e gatos
pertencem especialmente aos gêneros Microsporum e Trichophyton (MACIEL &
VIANA, 2005).
De acordo como seu habitat natural os dermatófitos são classificados em
geofílicos, zoofílicos e antropofílicos (SIDRIM & ROCHA, 2004). Os geofílicos
habitam o solo, vivem como saprófitas e podem parasitar o hospedeiro desencadeando
intensa reação inflamatória; os zoofílicos são dermatófitos adaptados à pele e pêlos de
animais, e raramente são encontrados no solo; os antropofílicos são adaptados à pele e
anexos de seres humanos, e não sobrevivem no solo (OLIVARES, 2003).
5
Embora haja inúmeras espécies de dermatófitos, a maioria dos casos clínicos em
cães e gatos é causada por três delas: Microsporum canis, M. gypseum, Trichophyton
mentagrophytes (CABAÑES et al., 1997; BRILHANTE et al., 2003).
A infecção ocorre por contato direto com humanos, animais e solo contaminado
(ZAITZ et al., 1998). A exposição ao agente não garante a infecção devido a: remoção
mecânica dos conídios, falta de sucesso na competição com a microbiota normal do
animal, propriedades fungicidas dos ácidos graxos produzidos pelas glândulas sebáceas
e resistência imunológica do hospedeiro (MORIELLO & DEBOER, 1991).
A estrutura física e química da pele representa a maior barreira de defesa do
hospedeiro contra fungos patogênicos. A pele, em geral, é uma superfície inóspita para
o crescimento fúngico em virtude da exposição dos raios UV, de constante renovação
das células epiteliais, pela queratinização, bem como, pela competição da própria
microbiota normal contra os demais microrganismos invasores (MORIELLO, 2004).
Um dos fatores que poderia ser considerado favorável para os fungos dermatofíticos é
que, estes, diferentes de outros fungos, se nutrem da queratina que é o principal
constituinte do stratum corneum de homens e animais (SIDRIM & ROCHA, 2004).
O animal é infectado quando, apesar dos mecanismos de defesa do hospedeiro, o
agente penetra o extrato córneo ou o folículo piloso (MENDLEAU & RISTIC, 1992).
A instalação do processo infeccioso primário clássico está relacionada ao fato de os
dermatófitos produzirem enzimas queratolíticas e lipase, cuja ação favorece entrada e
instalação da micose na pele e pêlos (CARLTON & MCGAVIN,1998), e, em segundo
plano, a forças mecânicas. VIANI et al., (2001), em estudos da atividade enzimática em
cepas de M. canis, analisaram queratinases, lípases, elastases e DNAses e demonstraram
que a enzima queratinase está correlacionada diretamente com o desenvolvimento dos
sintomas das lesões dermatofíticas, não sendo observada tal situação com as demais
enzimas.
O dermatófito acomete o tecido queratinizado, penetra a pele, pêlos e unhas
causando danos mecânicos que resultam em descamação da superfície epitelial e quebra
do pêlo; seus metabólitos se difundem pelas células da epiderme causando reação
inflamatória e de hipersensibilidade, responsáveis pelo desenvolvimento das lesões
(DAHL, 1994).
A apresentação clínica da dermatofitose é muito variada, mas a lesão clássica
descrita na literatura é caracterizada por alopecia circinada, irregular ou difusa e de
6
expansão centrífuga. As lesões acometem mais comumente a face, as orelhas, as patas e
a cauda, podem evoluir para uma cura espontânea ou para lesão generalisada crônica
que afeta todo o corpo do animal (MACIEL & VIANA, 2005). Em geral, o prurido é
mínimo ou ausente, mas pode ser acentuado pela presença de ectoparasias ou alergias.
Os dermatófitos desenvolvem-se crescendo do centro da lesão para as bordas,
resultando, ao final de alguns dias, em lesões circulares discretas, com áreas de
alopecia, bordos eritematosos e vesiculares, que circunscrevem uma parte central
descamativa. Possuem intensa descamação associada ou não à resposta inflamatória,
resultante da atividade queratinolítica (SIDRIM & ROCHA, 2004).
Os pêlos quando parasitados por dermatófitos sempre são secundariamente à
infecção da pele. Tal infecção é encontrada na região do folículo piloso, invadindo
assim a camada córnea da epiderme, que se aprofunda em direção ao infundíbulo piloso.
O dermatófito em contato com a queratina remove a cutícula e retoma o pêlo. Ao chegar
nesse estágio da infecção pilosa, cada espécie fúngica expressa suas particularidades na
dependência do hospedeiro. Foi sobre esses diversos aspectos parasitários que
Sabouraud descreveu cinco tipos de parasitismos pilosos, citados a seguir: parasitismo
endotrix, megaspórico ectotrix, micróide ectotrix, microspórico e fávico (SIDRIM &
ROCHA, 2004).
A dermatofitose em cães e em gatos é uma doença folicular e os sinais clínicos
são essencialmente um reflexo da foliculite do pêlo e posterior inflamação, sendo o
prurido variável em intensidade, sendo muitas vezes indistinguível quando comparada
com quadros de demodicose ou ainda com a piodermite bacteriana (MORIELLO,
2004).
Em cães, as lesões dermatofíticas podem consistir de combinações de pápulas,
pústulas, com alopecia focal ou dispersa, apresentando zonas eritematosas, descamação
e crostas. Reações de Kérion podem ser visualizadas geralmente na face, podendo
muitas vezes mimetizar piodermites ou furunculoses (FOIL, 1998).
Nos gatos, as lesões são representadas com descamação e crostas com e sem
alopecia. A alopecia pode ser focal, difusa ou ainda generalizada. A dermatofitose pode
ainda provocar uma hiperpigmentação da pele dos felinos, sendo esta característica
também encontrada em outras doenças de pele. Outros problemas decorrentes desta
infecção seriam a constipação, em virtude da ingestão constante de pêlos, resultando em
7
anorexia, perda de peso e vômitos. Os gatos são ainda susceptíveis ao desenvolvimento
de kérions, micetomas na pele e tecidos subcutâneos, apesar de tais apresentações serem
consideradas raras (FOIL, 1998; SCOTT et al., 2001, MORIELLO, 2004).
2.2.2 Diagnóstico clínico-laboratorial das dermatofitoses
O diagnóstico clínico e o tratamento das dermatofitoses nunca devem ser
desligados dos devidos exames laboratoriais. Entretanto, o diagnóstico de tais infecções
fúngicas é freqüentemente realizado apenas clinicamente, sem o devido diagnóstico
laboratorial; na Medicina Veterinária a situação se agrava, devido a falta de
profissionais qualificados para a realização desses exames laboratoriais (HAY et al.,
1995; PIÉRARD et al., 1996).
O diagnóstico feito com base apenas nos sinais clínicos pode ser falso, o que
leva à superestimação da incidência das dermatofitoses. Além disso, a falta do
diagnósico laboratorial dificulta o conhecimento da população fúngica que é mais
incidente em nossa região, visto que, relatos da literatura especializada demonstram que
esta pode variar de acordo com o local (KOSRAVI & MAHMOUDI, 2003).
O diagnóstico definitivo baseia-se em uma série de etapas, observações e
exames que vão desde o histórico clínico do animal, exame físico, exame com luz
ultravioleta, coleta do material, microscopia direta do material, cultura fúngica e
identificação final do agente patógeno (MENDLEAU & RISTIC, 1992).
A lâmpada de Wood é outro método diagnóstico para infecção dermatofítica, ela
emite ondas de luz ultravioleta de comprimento de 330 a 365 nanômetros, e é utilizada
no exame de pêlos ou tecidos suspeitos de dermatofitose, que podem fluorescer em
presença direta dessa luz em local escuro. É indicado para selecionar pêlos para exame
tricográfico, cultura fúngica e controle de tratamento (MORIELLO, 2004). A
fluorescência da pele e do pêlo é resultado de um metabólito do triptofano produzido
por alguns dermatófitos. Entre os dermatófitos zoofílicos somente o M. canis produz
essa reação, que, segundo a literatura, ocorre em 50 a 70% dos casos (MACIEL &
VIANA, 2005). Esse exame é útil na clínica de pequenos animais, entretanto apresenta
limitações, baixa sensibilidade e algumas preparações tópicas, podem provocar uma
fluorescência não-específica, originando resultados falso-positivos (ZRIMSEK et al.,
1999).
8
O diagnóstico inicial é feito através do exame direto de escamas de pele e pêlos,
utilizando-se uma solução clarificante. O exame microscópico direto é um método
rápido e fácil para detectar se o animal possui uma infecção fúngica. As amostras são
examinadas ao microscópio óptico para verificar a presença de hifas e artroconídios.
Para visualizar as estruturas fúngicas, é necessário limpar e clarear a mostra com
soluções alcalinas fortes, entre elas a mais comumente utilizada é o KOH na
concentração de 10-30% (SIDRIM & ROCHA, 2004). Entretanto, muitas vezes a
visualização das estruturas fúngicas no material analisado é difícil, sendo o resultado do
exame não conclusivo devendo ser realizada a cultura do material.
O isolamento primário, ou seja, a distribuição do espécime clínico em meio de
cultura artificial, é o passo que segue o exame direto. O isolamento primário pode ser
feito em ágar Sabouraud, bem como no mesmo acrescido a antimicrobianos, tais como
ao cloranfenicol e a cicloheximida. O cloranfenicol e a cicloheximida, quando
associados ao ágar Sabouraud, inibem o crescimento de bactérias contaminantes e
fungos saprófitas, respectivamente (SIDRIM & ROCHA, 2004). Outro meio, menos
freqüentemente utilizado, mas que também pode ser usado na identificação de fungos
dermatofíticos é o DTM (Dermatophyte Test Medium), conforme recomendado por
GUILLOT et al., 2001.
Após o isolamento primário, segue a caracterização da macro e
micromorfologia da colônia fúngica. Estes achados devem ser considerados sempre em
conjunto, visto que a colônia fúngica pode sugerir a espécie fúngica em questão, mas
são os achados micromorfológicos que irão garantir a caracterização e o diagnóstico
preciso. O estudo micromorfológico é feito a partir do isolamento primário, sendo uma
pequena alíquota da colônia retirada do ágar e montada entre lâmina e lamínula com
corante lactofenol azul-algodão. A montagem é observada em microscopia óptica em
objetiva de 40X. Nestas preparações, podem ser visualizadas estruturas de reprodução,
bem como estruturas de ornamentação. Apesar das observações micromorfológicas
serem de extrema relevância, muitas vezes, o micologista ainda lança mão das
características nutricionais do fungo, que em muitas ocasiões são de extrema valia no
diagnóstico final desses microrganismos (SIDRIM & ROCHA, 2004).
Os dermatófitos isolados de cães e gatos crescem, geralmente, em cerca de sete
dias, à temperatura de 25-28º C. Após o isolamento da cepa, é necessário identificar o
gênero e a espécie infectante por meio da visualização dos conídios e do micélio
9
(OLIVARES, 2003). Em cultura os dermatófitos produzem hifas septadas que se
ramificam e formam o micélio que possui estruturas de reprodução assexuada, os
macroconídios e os microconídios. Esses conídios diferem entre as espécies de
dermatófitos quanto à forma, ao tamanho, ao número e à diaposição dos mesmos ao
longo da hifa (SIDRIM & ROCHA, 2004).
O M. canis cresce bem em ágar Sabouraud com cloranfenicol e cicloheximida,
incubado à temperatura ambiente ou a 37ºC, produzindo, em uma semana, colônia
cotonosa branca ou amarelada, com reverso amarelo alaranjado (Figura 1).
Microscopicamente, apresenta numerosos macroconídios em formato fusiforme, com
parede celular espessa e eqüinulada, apresentando de 6 a 15 células e apêndice de
fixação (Figura 2) (LACAZ et al., 1998).
A observação da lâmina em lactofenol azul-algodão mostra hifas septadas e
macroconídios numerosos, fusiformes, verrucosos, com uma protuberância apical
assimétrica, alongados, de aspecto rugoso e com parede grossa que, usualmente, contêm
de cinco a sete septos, podendo ser observados até quinze. As paredes que separam os
septos são delgadas. Uma pequena quantidade de microconídios, se presentes, em
formato de clava ou piriforme, de paredes delgadas também podem ser encontrados bem
como clamidoconídios, órgãos nodulares e hifas pectinadas (OLIVARES, 2003;
SUTTON et al., 1998).
Figura 01: Verso da colônia de M. canis em ágar batata.
10
Figura 02: Foto de microcultivo de M. canis com numerosos macroconídios.
O T. mentagrophytes apresenta uma textura furfurácea ou pulverulenta em ágar
Sabouraud, sem relevo acentuado, formando às vezes círculos concêntricos, de
coloração variando de branco-amarelado a castanho-avermelhado (Figura 3). O reverso
geralmente apresenta pigmento castanho podendo tender para o vinho. As
características de diferenciação nem sempre são evidentes e todas as espécies
apresentam elevada tendência ao pleomorfismo (SIDRIM & ROCHA, 2004).
Apresenta um crescimento rápido com maturação por volta de seis a onze dias
da semeadura primária. Microscopicamente, nota-se uma exuberância de estruturas de
frutificação, sendo observada geralmente grande quantidade de microconídios
arredondados e agrupados, o que lhe confere aspecto de cacho. Quando presentes, os
macroconídios mostram o aspecto semelhante a um charuto, com um a seis septos
transversais ligados a hifas hialinas e septadas (Figura 4). Observa-se, com muita
freqüência, grande quantidade de hifas em espiral, órgãos nodulares, hifas em raquete e
clamidoconídios intercalares (SIDRIM & ROCHA, 2004).
12
A observação da lâmina em lactofenol azul-algodão além das hifas septadas e
macroconídios numerosos, algumas cepas mostram numerosos microconídios
piriformes. A fluorescência à lâmpada de Wood não é observada para essa espécie de
dermatófito (OLIVARES, 2003).
Figura 05: Detalhe do verso da colônia de M. gypseum.
Figura 06: Micromorfologia de M. gypseum
13
2.2.3 Aspectos epidemiológicos das dermatofitoses
A incidência de dermatofitose varia de acordo com o clima e com o reservatório
natural. Entretanto, em condições geográficas similares espécies de dermatófitos podem
se apresentar diferentemente em animais e humanos (PIER et al., 1994). De acordo com
a literatura, os animais podem ser considerados como reservatório de dermatófitos
zoofílicos, sendo a sua incidência variável de acordo com o clima e com o habitat do
reservatório (CABAÑES, 2000).
Ao longo dos anos, inúmeros estudos sobre a incidência e etiologia das
dermatofitoses em animais vêm sendo descritos em todo mundo, podendo variar de 7%
a 40% em cães e de 9% a 46 % em gatos (CABAÑES et al., 1997; BRILHANTE et al.,
2003).
Devido à freqüência com que ocorrem dermatofitoses em centros urbanos, é
importante salientar o papel de disseminadores dos pequenos animais domésticos
(PINHEIRO et al., 1997). Isso se deve aos dermatófiots zoofílicos serem adaptados à
pele de cães e gatos, tornando esses animais possíveis carreadores assintomáticos de
conídios fúngicos em sua pele e pêlos (MENDLEAU & RISTIC, 1992; KANO et al.,
1998).
Os animais portadores assintomáticos de fungos dermatofíticos, quando
mantidos em ambientes livres de estruturas fúngicas, podem manter-se com exames
micológicos negativos, provando assim que o animal nada mais é do que um reflexo do
seu ambiente ou de suas condições de manejo (MORIELLO & DEBOER, 1991;
SPARKES et al., 1994).
Dentre os animais domésticos os gatos podem ser considerados reservatórios
assintomáticos de M. canis, por isso esses animais são considerados importantes agentes
no ciclo epidemiológico do patógeno, independente do sexo e tamanho dos pêlos (PIER
& MORIELLO, 1998). Vários autores relatam a importância dos animais
assintomáticos, pois estes são portadores silenciosos de fungos dermatofíticos, o que
dificulta o rompimento do ciclo epidemiológico da doença (SYMPANYA & BAXTER,
1996; CABAÑES, 2000).
A dermatofitose é uma infecção que acomete principalmente animais jovens, em
animais adultos frequentemente está associada à imunossupressão sistêmica. Inúmeros
relatos indicam que cães e gatos de menos de um ano de idade são os mais sensíveis.
14
Este fato pode ser justificado pela falta de maturidade imunológica, pela baixa produção
de ácidos graxos de cadeia saturada, dentre outros fatores (CABAÑES, 2000; SILVA et
al., 2003; BRILHANTE et al., 2003).
Diversos estudos citam que animais de pêlos longos são mais predispostos às
dermatofitoses. Isso pode estar relacionado a fatores hereditários ou por que os pêlos
longos alojam conídios mais facilmente, criando um ambiente favorável ao fungo,
protegendo do sol (MORIELLO, 2004). Entre os gatos os animais da raça persa são os
mais predispostos (MENDLEAU & RISTIC, 1992; BRILHANTE et al., 2003). Relatos
de literatura indicam que nos cães, observa-se maior incidência da doença em animais
da raça Yorkshire terrier (CABAÑES, 2000; BRILHANTE et al., 2003). As razões para
a predisposição de tais raças, ainda, não são bem claras. Possivelmente os pelos
alongados facilitam as condições ótimas de temperatura e umidade para que as
estruturas fúngicas fiquem protegidas contra a dessecação, favorecendo assim a sua
propagação (SPARKES et al., 1994). Entretanto, esta hipótese contradiz com trabalho
em dermatofitose humana, onde discutem que os pêlos mais curtos, em casos de Tinea
capitis, beneficiariam a implantação e instalação de artroconídios (KANWAR &
BELHAJ, 1987).
Ainda que seja controverso o papel exato do animal nas infecções humanas
causadas por fungos zoofílicos, de fato, a ausência de um reservatório pode inviabilizar
a capacidade de infecção do fungo zoofílico, visto que cepas de M. canis podem perder
a virulência após quatro passagens de transmissão homem a homem, sendo necessário
que o microrganismo retorne ao animal, para que se mantenha a virulência da cepa
(RIPPON, 1988).
O M. canis, dentre os dermatófitos, é o responsável pela maioria de casos de
micoses em animais de estimação e o mais freqüente dermatófito zoofílico de humanos,
em diversas áreas urbanas (SYMPANYA & BAXTER, 1996; CABAÑES, 2000;
BRILHANTE et al., 2003). É um fungo filamentoso, dermatófito zoofílico, cosmopolita
transmitido por diversos animais domésticos, tendo como principal reservatório felinos
jovens, que podem apresentar-se clinicamente afetados e, em contraste, os adultos
portadores podem não apresentar lesões (SIDRIM & ROCHA, 2004; LACAZ et al.,
1998).
Dados semelhantes foram encontrados nas região sudeste e nordeste do Brasil,
onde o Microsporum canis é o fungo dermatofítico mais comumente isolado em
15
espécimes clínicos de cães e gatos, seguido de T. mentagrophytes e M. gypseum
(GAMBALE et al., 1987; BRILHANTE et al., 2003).
As infecções pó T. mentagrophytes ocorrem regularmente em cães e
ocasionalmente em gatos. Já as infecções por M. gypseum ocorrem ocasionalmente em
cães e raramente em gatos, já que os cães possuem o hábito de cavar o solo tornando-se
mais expostos ao dermatófito geofílico (CARLOTTI & BESINGNOR, 1999).
É indiscutível a importância de estudos epidemiológicos, visto que, eles relatam
a real incidência das espécies isoladas em nosso meio, bem como apontam o
aparecimento de novas espécies que antes não eram isoladas na região.
Entretanto para que seja realizado um estudo satisfatório da microbiota fúngica à
longo prazo, é necessário que se escolha um método de estocagem das cepas isoladas
adequado, haja visto, que elas serão usadas como subsídios na observação da ocorrência
de alterações fenotípicas e genotípicas desses microrganismos (KNASMMÜLLER et
al., 1997; MILLANTA et al., 2000).
2.3. Estocagem de microorganismos
2.3.1 Estocagem de fungos: Abordagem geral
Muitos protocolos vem sendo sugeridos para preservação de cepas fúngicas,
entretanto nenhuma delas se aplica a todas as espécies fúngicas (ESPINEL-INGROFF
et al., 2004). O estoque de fungos isolados de processos infecciosos apresenta grande
importância, pois muitas vezes esses agentes apresentam crescimento lento e escasso,
acarretando em um difícil isolamento das cepas (DOAN & DAVIDSON, 2000).
Das diversas metodologias de estocagem fúngica utilizadas por centros de
pesquisa em todo o mundo, algumas têm maior destaque por motivos variados, como a
praticidade ou resultados satisfatórios para determinadas espécies. A escolha de um
método mais adequado deve considerar parâmetros, como: o objetivo do estoque e da
coleção; a manutenção das estabilidades genética, fisiológica e morfológica. Assim, a
literatura referencia estocagem em nitrogênio líquido, em água destilada estéril,
congelação em temperaturas variadas (- 20, - 70 e – 196
o
C) e a liofilização, todos com
uso ou não de crioprotetores nas mais diversas concentrações e tipos.
16
A criopreservação é a técnica preferida em muitos bancos de microorganismos,
pois as culturas mantêm a estabilidde por longos períodos devido a diminuição da
atividade metabólica que ocorre nesta temperatura (SMITH & RYAN, 2003).
Todos os organismos vivos possuem habilidade de responder às modificações de
temperatura ambiental e de enfrentar as novas condições térmicas (GROB, 1999). Em
resposta a um decréscimo súbito da temperatura, os organismos conseguem promover
algumas alterações fisiológicas e bioquímicas, geralmente descritas como resposta ao
choque térmico ou ao resfriamento (GRAUMANN & MARAHIEL, 1996;
THIERINGER et al., 1998). Além disso, os organismos submetidos ao processo de
congelamneto sintetizam proteínas específicas chamadas de proteínas transicionais de
choque térmico ou proteínas da aclimação ao frio (PANOFF et al., 1998). Esta resposta
abrange diferentes processos celulares incluindo a aquisição de uma criotolerância.
Diferentes tipos de pré-tratamentos físicos ou químicos podem gerar
criotolerância (PANOFF et al., 1995; THAMMAVONGS et al., 1996). O pré-
tratamento de células pela exposição a um stress leve induz a uma maior resistência na
exposição a um estresse severo, fenômeno conhecido como tolerância, adaptação
fenotípica ou habituação (THAMMAVONGS et al., 2000).
Entre os problemas que envolvem o congelamento de cepas fúngicas estão o
aumento da concentração de eletrólitos e de radicais livres, mudanças no pH,
desnaturação de proteínas e desidratação celular. Além desses problemas, a ocorrência
de formação de cristais, no espaço intracelular, é um efeito extremamente danoso para
célula (MAZUR, 1984). Ciclos repetidos de congelação e descongelação são
comumente usados para ressaltar a taxa de mortalidade relacionada à congelação
(HUBÁLEK, 1996).
A formação de gelo no meio intracelular causa ruptura do sistema de membranas
celulares, resultando em perda da semi-permeabilidade e da compartimentação celular;
levando à morte celular (SHAW et al., 2000). A injúria mecânica sofrida pelas células
advém de dois fenômenos: o comportamento peculiar da água, que se expande ao
congelar-se, e a conformação dos cristais de gelo. Entretanto, evitar a formação desses
cristais não é uma tarefa fácil, já que grande parte das células é composta de água.
A excessiva formação de cristais de gelo intracelular irá ocorrer caso estas
células sejam congeladas no estado hidratado. Portanto, a água precisa ser removida
antes do congelamento, para evitar a injúria causada pelos cristais de gelo (SANTOS,
2001). Entretanto, a água tem muitas funções biológicas fundamentais nas células de
17
organismos vivos: é um importante solvente, meio de transporte, resfriador (através da
evaporação), e um constituinte essencial e estabilizador da estrutura das
macromoléculas e organelas, cuja conformação funcional se mantém, principalmente,
devido às interações hidrofílicas e hidrofóbicas entre elas (KRAMER & BOYER, 1995;
VERTUCCI & FARRANT, 1995). Desde modo, o sucesso de um protocolo de
criopreservação depende da desidratação para um teor de umidade que seja baixo o
suficiente para evitar a formação de gelo intracelular, mas não tão reduzido que cause
injúria por desidratação.
A desidratação pode ser obtida por evaporação da água ou por tratamento com
soluções concentradas de crioprotetores químicos. Entre os crioprotetores mais
comumente utilizados estão o Dimetilsulfóxido (DMSO), etilenoglicol, metanol,
propilenoglicol e o glicerol (SAKAI, 1995; BRILHANTE et al., 2004). Destes, o
glicerol parece ser o menos eficiente, pois, apesar de ser menos tóxico que os outros
crioprotetores citados, ele possui um lento poder de penetração aumentando, assim, o
estresse osmótico (SAMUEL KIM et al., 2001).
A estocagem de cepas em ágar batata a -20º C ou -70º C pode ser feita com ou
sem adição de crioprotetores. Apesar das dificuldades encontradas ao se realizar o
congelamento de cepas fúngicas, observa-se uma certa taxa de sobrevivência em
microrganismos congelados sem a adição de um protetor (BRILHANTE et al., 2004).
Entretanto, é descrito que a presença de um agente crioprotetor adequado aumenta a
sobrevivência da célula consideravelmente (HUBÁLEK, 2003).
A descoberta que o glicerol protegia células eucarióticas contra os danos da
congelação (LOVELOCK & BISHOP, 1959; POLGE et al.,1949) marcou o início da
criotecnologia moderna. Entretanto, os crioprotetores podem ser tóxicos ou podem
causar estresse osmótico, levando à morte as células ou modificando suas características
fenotípicas em cultura (SAKAI, 1995).
A eficiência de um crioprotetor depende de ele possuir: uma alta solubilidade em
água diminuindo assim o ponto de congelamento; uma alta permeabilidade para
minimizar o gradiente osmótico; e uma baixa toxicidade (BIDAULT et al., 2000).
Sabe-se que, baixas temperaturas têm efeitos severos nas propriedades
bioquímicas e fisiológicas de várias células, como diminuição na eficiência da produção
de proteínas, baixa fluidez da membrana celular, estabilização da dupla hélice ou da
estrutura secundária da molécula de DNA ou RNA, lento arranjo estrutural das
proteínas e decréscimo da atividade enzimática (GRAUMMANN et al., 1996; PANOFF
18
et al., 1998). A maioria dos organismos deve ter desenvolvido mecanismos de
adaptação para driblar este fenômeno. Os mecanismos fundamentais de baixa expressão
de genes temperatura-dependentes e respostas a baixas temperaturas têm sido estudados
em alguns organismos (THIERINGER et al., 1998; PHADTARE et al.,1999; BROWSE
& XIN, 2001).
Uma ampla quantidade de fatores pode afetar a efetividade da criopreservação
em microrganismos, por exemplo, espécie fúngica envolvida, cepa, tamanho e formato
celular, fase e taxa de crescimento, temperatura de incubação, composição do meio de
crescimento, pH, osmolaridade e aeração, quantidade de água intracelular, quantidade
de lipídios e composição celular, densidade ao congelamento, composição do meio de
congelação, taxa de congelação, temperatura e duração do estoque, taxa de
descongelação e meio de recuperação (DAY, 1995; HUBÁLEK, 1996; KIRSOP &
DOYLE, 1991).
Mais recentemente, têm sido utilizados açúcares (sacarose, trealose e glicose)
como substâncias crioprotetoras porque eles não apresentam citotoxicidade mesmo
quando se acumulam em grande quantidade no citoplasma. Em comparação com os
crioprotetores tradicionais, esses açúcares mostram alta eficiência na estabilização das
membranas celulares durante o congelamento. Pode ser observada evidência do efeito
protetor desses compostos em plantas de clima temperado. Essas plantas acumulam
carboidratos solúveis em seus tecidos durante a aclimatação ao frio, na natureza ou sob
condições experimentais. O período em que tais plantas são mais tolerantes ao
congelamento corresponde ao ponto de máximo acúmulo desses compostos (IMANISHI
et al., 1998; SAKAI & YOSHIDA, 1968). De modo semelhante, grande quantidade de
açúcares como sacarose, trealose e oligossacarídeos (rafinose e estaquiose) acumulam-
se em estruturas que são tolerantes a intensa desidratação. Este é o caso de esporos de
fungos, leveduras, musgos e samambaias (CROWE et al., 1988; HOEKSTRA et al.,
1994; OLIVER, 1996).
O modo de ação dos açúcares na aquisição da tolerância à desidratação e ao
congelamento ainda não é totalmente conhecido e uma correlação direta de causa e
efeito ainda não foi demonstrada, mas ele possivelmente envolve múltiplos
componentes. A princípio, se propôs que os açúcares agiam como agentes osmóticos
externos, removendo o excesso de água intracelular através de um gradiente osmótico
(DUMET et al., 1993). Outras evidências levaram à formulação de duas hipóteses
diferentes sobre o modo de ação destes compostos. Primeiro, sugere-se que eles sejam
19
excelentes agentes vitrificadores e, por conseguinte, seu efeito protetor é atribuído à
vitrificação das membranas celulares e das biomoléculas (HIRSH, 1987). Outra
hipótese, denominada hipótese da substituição da água (water replacement hypothesis)
propõe que estes açúcares podem substituir a água removida das biomoléculas, desta
forma mantendo as estruturas hidrofílicas na sua orientação hidratada e evitando perda
de funcionalidade, mesmo depois de a água ter sido removida (CROWE et al., 1988).
A adição de açúcares (sacarose, glicose, frutose, sorbitol, trealose ou rafinose) a
uma solução de vitrificação influencia nas propriedades gerais da solução, devendo,
então, as propriedades do açúcar ser levadas em consideração no estabelecimento e
modificação de soluções de criopreservação (LIEBERMANN et al., 2002;
KULESHOVA et al., 1999).
Aditivos com alto peso molecular como a trehalose não
penetram na membrana celular, mas podem reduzir significativamente a quantidade de
crioprotetor necessária, bem como, a toxicidade do mesmo pela sua diminuição. Ainda,
demonstrou-se que o acúmulo intracelular de compostos endógenos específicos, como
os carboidratos, pode aumentar a tolerância dos fungos sobre condições de estresse
ambiental (BROWN, 1978).
Experimentos com Saccharomyces cerevisiae mostraram que o acúmulo de
trealose no interior destes microorganismos aumentava a viabilidade das suas células à
exposição a um sistema de geração de radicais livres (H
2
O
2
/ferro). Também, cepas
mutantes incapazes de sintetizar a trealose eram bem mais sensíveis à morte pela
oxidação e quando se fazia o provimento desse carboidrato à estas cepas, a sua
resistência aumentava consideravelmente (BERNAROUDJ et al. 2001)
Outro método de estoque freqüentemente utilizado em Micologia é a
manutenção de cepas em água destilada e solução salina. Esse é um método
extremamente fácil e barato para a preservação de diversas espécies fúngicas (TADDEI
et al., 1999). Muitas vezes, adiciona-se camadas de óleo mineral para evitar a
evaporação da água destilada ou da solução salina. Esta é uma técnica bastante utilizado
e que não necessita de estrutura especial para sua realização (DESHMUKH, 2004 ),
sendo efetivo para uma grande variedade de fungos, como cepas de Aspergillus niger,
Fusarium sp, Microsporum canis, entre outros (BUENO & GALLARDO, 1998;
BRILHANTE et al., 2004).
Apesar das facilidades da realização dessa técnica, conhecida como método
Castellani, o crescimento fúngico ocorre lentamente podendo levar a mudanças
morfofisiológicas, bem como, à deteriorização das cepas. Diante disso, estudos relatam
20
que a escolha do momento ideal em relação à atividade de esporulação, devem ser
considerados afim de que se mantenha a viabilidade do estoque (QIANGQIANG &
JIAJUN, 1998).
Em 1998, Bueno & Gallardo utilizaram fungos filamentosos não-
dermatofíticos e os estocaram em água destilada estéril a 4 °C por dois anos. Após a
estocagem, a taxa de sobrevivência foi de 100 % para todas as espécies e cepas
utilizadas. Estes dados não expiram total confiança, tendo em vista, mostrar-se uma
exceção, quando comparados a relatos de outros autores, que descrevem taxas variando
de 87 a 98 %, variando em função do tempo, espécie e temperatura (Mc GINNIS et al.,
1974; PASARELL & Mc GINNIS, 1992; RODRIGUEZ et al., 1992). Apesar dos dados
satisfatórios apresentados, a técnica ainda mostra algumas dificuldades como descrito
por CROAN et al. (1999), que encontraram problemas quando utilizaram isolados
fúngicos tropicais e os estocaram em água destilada estéril, variando de 4 a 16
o
C.
A conservação de cepas em nitrogênio líquido a -196ºC ou em vapor de
nitrogênio líquido a -150ºC, é considerada uma metodologia de estocagem das mais
eficientes. Nesse tipo de estocagem, as cepas não tem prazo de viabilidade, podendo se
manter livres de contaminação, sem apresentar mudanças nas propriedades vitais,
biológicas e genéticas. Entretanto esta metodologia é considerada incompatível com a
realidade de muitos laboratórios. Isso ocorre, devido à necessidade de suprimentos
contínuos de nitrogênio, além de precisar de uma infra-estrutura adequada para
manutenção desse método (LARA-HERRERA et al.,1998).
A liofilização nada mais é que uma secagem ou desidratação celular. É
bastante utilizada em metodologias científicas que visam manter a atividade celular
intacta por meio de diminuição do seu metabolismo, ou seja, induzir dormência ao
máximo possível. Apresenta vantagens, como: facilidade de estoque em pequenos
espaços, não requer mão-de-obra de manutenção nem cuidados especiais (CROAN,
2000). É um método ideal para estocagem de diversas cepas, evitando assim a mutação
dos cultivos (BUNSE & STEIGLEDER, 1991). Esse estoque descarta o perigo de
bactérias e fungos contaminantes, sendo facilmente mantidos e transportados, com a
preservação das características morfológicas e bioquímicas das cepas, sem apresentar
pleomorfismo no momento do recultivo (SHARMA & SMITH., 1999).
A principal desvantagem da liofilização é que, neste tipo de tratamento, as
células podem sofrer danos irreversíveis, em virtude da retirada de água e do calor
excessivo, que não podem sobrepor o limite celular (DAEMEN & VAN DER STEGE,
21
1982; RYAN et al., 2001; HORACZEK & VIERNSTEIN, 2004). Desta forma, mesmo
sendo uma metodologia bastante empregada e conhecida já há bastante tempo, ainda
percebem-se variações surpreendentes no tocante aos resultados obtidos. Prova disso
são estudos que ao experimentarem a liofilização nos fungos Metarhizium anisopliae e
Beauveria brongniartii, perceberam que, em matriz de leite desnatado e polivinil-
pirrolidona, o método foi muito promissor para a segunda espécie, ao passo que resultou
em viabilidade zero para a segunda (HORACZEK & VIERNSTEIN, 2004).
Sabe-se também, que algumas cepas apresentam relativas dificuldades para a
manutenção da sua viabilidade. Esta dificuldade está relacionada à produção de poucos
microconídios pelas cepas. Assim, cepas de Epidermophyton floccosum, que são
totalmente desprovidas de microconídios, possuem uma menor chance de se manterem
viáveis com a liofilização. Em se tratando de espécies do gênero Microsporum sp que
produzem uma pouca quantidade de microconídios, após o isolamento destas culturas,
devem ser utilizados meios que sejam favoráveis à produção de microconídios antes de
se tentar o congelamento dessas cepas (BUNSE & STEIGLEDER, 1991).
Assim, vêm sendo feita o uso de meios ricos em nutrientes que estimulem o
crescimento e a esporulação de cepas fúngicas a fim de garantir a eficiência da
liofilização (CLIQUET & JACKSON, 1999). E, uma vez realizada a liofilização, esta
vem sendo descrita como uma metodologia ideal para garantir uma boa preservação de
cepas de dermatófitos estocadas por longos períodos (DESHMUKH, 2003).
Todas as técnicas relacionadas aqui possuem vantagens e desvantagens, e
nenhuma delas tem sido correlacionada pela literatura especializada como uma forma
definitiva para garantir 100% de viabilidade das cepas após o período de estocagem.
Novas técnicas de estocagem visam adequar o melhor método de preservação para cada
fungo, possibilitando metodologias espécie-específicas, e, vislumbrando a preservação
de cepas a longo prazo, seja em temperatura ambiente ou em freezer. Objetivam, ainda,
que estas cepas não percam o seu padrão genético, morfológico, bioquímico ou
fisiológico, como alterações nos componentes da parede celular e perda de virulência.
Atualmente, boa parte dos bancos de coleções faz uso de pelo menos duas metodologias
de estocagem, visando garantir a viabilidade e manutenção das cepas (SILVA et al.,
1994; BRILHANTE et al., 2004; GIRÃO et al., 2004).
22
3. J U S T IFICA T IVA
É evidente o papel da manutenção de cepas de dermatófitos, in vitro, haja vista
sua importância para investigações laboratoriais, no tocante a padronização das
características fenotípicas e genotípicas desses microrganismos. Neste contexto, duas
abordagens são necessárias. Em primeiro lugar, é de extrema valia que sejam realizados
estudos referentes aos aspectos epidemiológicos e micológicos das dermatofitoses; bem
como que sejam realizados estudos referentes à análise da viabilidade e preservação de
cepas de dermatófitos in vitro, através da aplicação de técnicas de estocagem espécie-
específicas.
23
4. H IPÓ TES E
Dentre os dermatófitos envolvidos em quadros de dermatofitose canina e felina,
o Microsporum canis continua sendo o mais prevalente, e quando estocado em meios
inapropriados, a exemplo de outros dermatófitos, apresenta uma baixa viabilidade
biológica, devendo portanto, haver um método mais adequado para sua preservação.
24
5.OBJETIVOS
5.1 Objetivo geral
Esta investigação teve como objetivo principal realizar um estudo sobre as
dermatofitoses canina e felina, enfocando os aspectos epidemiológicos, micológicos e
manutenção de cepas dermatofíticas in vitro.
5.2 Objetivos Específicos
1. Realizar um levantamento epidemiológico das dermatofitoses em cães e
gatos, através da coleta de espécimes clínicos oriundos de animais com lesões cutâneas;
2. Caracterizar fenotipicamente as cepas isoladas no levantamento
epidemiológico;
3. Analisar a viabilidade de cepas de Microsporum canis, Microsporum
gypseum e Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes, isolados de espécimes
clínicos de cães e gatos, estocadas em ágar batata incubado em freezer a -20º C
acrescido de DMSO 10%, ágar batata incubado em freezer a -20º C acrescido de
glicerol 100%, ágar batata incubado em freezer a -20º C sem adição de crioprotetores, e
em solução salina acrescida de óleo mineral mantidas a 25º C.
25
6. MATERIAL E M ÉTODO S
6.1 Estudo Epidemiológico
6.1.1 Colheita do material clínico
26
Depois de semeados, os tubos foram incubados, entre 25ºC e 30ºC, durante 10 dias. No
momento em que as macrocolônias foram detectadas, seguiu-se para a análise das
características macromorfológicas, sendo levados em consideração o relevo e a textura,
bem como a presença ou ausência de pigmento.
Durante a presente análise, a macromorfologia de M. canis foi analisada em ágar
Sabouraud dextrose e em ágar batata dextrose, após 10 dias de incubação. A textura e o
relevo das colônias foram relatados conforme SIDRIM & ROCHA, 2004, bem como a
presença e ausência de pigmento foram descritas.
A prova de requerimentos vitamínicos foi realizada no intuito de descrever as
exigências nutricionais das diversas cepas de M. canis, para posterior comparação
destas com a literatura. Os meios de cultura utilizados foram enriquecidos com ácido
nicotínico, tiamina, histidina e inositol, sendo a base do ágar T1 ao T5 a caseína e do
ágar T6 e T7 o nitrato de amônia. Tais meios serão detalhados a seguir: T1 (ágar base
caseína), T2 (ágar base caseína com inositol), T3 (ágar base caseína com tiamina e
histidina), T4 (ágar base caseína com tiamina), T5 (ágar base caseína com ácido
nicotínico), T6 (ágar base nitrato de amônia) e T7 (ágar base nitrato de amônia com
histidina). Além da realização da prova da perfuração de pêlo in vitro e teste da urease,
conforme recomendado por SIDRIM & ROCHA, 2004.
6.2 Avaliação da estocagem
Na análise retrospectiva, para avaliação da estocagem de cepas de dermatófitos
de origem animal, mantidas na Micoteca do Centro Especializado em Micologia Médica
– CEMM, foram analisados os estoques de 172 cepas de dermatófitos isolados de cães e
gatos, sendo: 142 cepas de Microsporum canis, 10 cepas de Microsporum gypseum, 16
cepas de Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes e 4 cepas de Trichophyton
tonsurans. As cepas foram estocadas em períodos diferentes de março/2002 (38 meses)
a maio/2004 (12 meses) na micoteca do CEMM, Faculdade de Medicina, Universidade
Federal do Ceará, Brasil.
Dentre as 172 cepas de dermatófitos estocadas na micoteca do CEMM, 57 se
encontravam em ágar batata incubado em freezer a -20º C acrescido de DMSO 10%, 24
27
em ágar batata incubado em freezer a -20º C acrescido de glicerol 100%, 15 em ágar
batata incubado em freezer a -20º C sem adição de crioprotetores, e 76 cepas de
dermatófitos estavam mantidas em solução salina acrescida de óleo mineral mantidas
em temperatura ambiente (25º C).
As cepas, de cada um de seus diferentes estoques, tiveram um fragmento da
colônia repicado para tubos contendo 2ml de BHI em caldo e incubados em temperatura
ambiente (25º C). Os tubos foram observados diariamente por um período de até 10
dias, a fim de verificar o crescimento do micélio. Após esse período as cepas foram o
transferidas para tubos contendo ágar batata onde foi confirmada a viabilidade das
cepas.
Características fisiológicas das cepas de M. canis viáveis foram avaliadas através
de provas de requerimentos nutricionais (tiamina, ácido nicotínico, inositol, histidina),
perfuração de pêlo in vitro e teste da urease, conforme recomendado por SIDRIM &
ROCHA, 2004.
28
7. RESULTADOS
7.1 Levantamento epidemiológico
Este estudo incluiu 28 gatos e 174 cães com lesões clínicas sugestivas de
dermatofitose. Trinta e um animais (15,35%) foram positivos para dermatófitos. Estes
fungos foram isolados de 22 dos 174 (12,64%) espécimes clínicos oriundos de cães e de
9 dos 28 (32,14%) espécimes clínicos oriundos de gatos (tabela 1).
Tabela 1. Prevalência de dermatofitose em cães e gatos na cidade de Fortaleza – CE, no
período de Março/2005 a Fevereiro/2006.
Diagnóstico
Cães
(n)
Gatos
(n)
Total de animais
Animais com suspeita de dematofitose 174 28 202
Animais com dematofitose
22 (12,64%) 9 (32,14%) 31 (15,35%)
Dos 174 cães estudados, 64 tinham menos que 1 ano de idade e destes, 10
(15,63%) foram positivos para dermatófitos. 108 cães apresentavam mais que 1 ano de
idade, dos quais 12 (11,11%) foram positivos para dermatófitos. Dois cães não tiveram
a idade relatada (tabela 2).
Dos 28 gatos,16 tinham menos que 1 ano de idade, e destes 7 (43,75%) foram
positivos para dermatófitos. Doze gatos tinham mais que 1 ano de idade, e destes
somente 2 (16,67%) foram positivos para dermatófitos (tabela 2).
29
Tabela 2. Prevalência de dermatofitose em case e gatos relacionada à idade dos animais
Cães Gatos
Diagnóstico
≤ 1 ano
> 1 ano
≤ 1 ano
> 1 ano
n % n % n % n %
animais sem
dermatofitoses
54
84,375
96
88,89
9
56,25
10
83,33
animais com
dermatofitoses
10
15,625
12
11,11
7
43,75
2
16,67
Total
64 100,0 108 100,0 16 100,0 12 100,0
* dois cães não tiveram idade relatada
As culturas foram positivas para duas espécies de dermatófitos. A distribuição
numérica dessas espécies fúngicas nos cães foi de M. canis (96,77%) e T.
mentagrophytes var. mentagrophytes (3,23%). Por outro lado, todos os gatos com
dermatofitose foram infectados por M. canis (100.0%) (tabela 3).
Tabela 3. Espécies de dermatófitos isolados de cães e gatos com lesões sugestivas de
dermatofitose
Cães Gatos
Dermatófitos
n % n %
Microsporum canis 21 96, 77 9 100,0
Trichophyton mentagrophytes var.
mentagrophytes
1 3,23 - -
Tot al
22 100,0 9 100,0
30
Nessa investigação, 23 raças de cães foram representadas. As raças mais
representativas com dermatofitose foram Yorkshire Terriers (35,5%), Poodles (14,3%)
Doberman Pinschers (11,8%). Gatos da raça persa foram mais frequentemente
representados com dermatofitose (50%).
Com relação aos estudos referentes às características macromorfológicas das
cepas de M. canis, isoladas durante o estudo, observaram-se três tipos diferentes de
colônias: a- algodonosas baixas, apiculadas e com pigmento amarelo canário; b-
colônias algodonosas baixas, apiculadas e sem pigmento amarelo canário; c- colônias
algodonosas altas sem pigmento amarelo canário (Tabela 4).
Com relação aos estudos referentes às características fisiológicas das cepas de
M. canis, isoladas durante o estudo, observou-se que todas as cepas apresentaram
perfuração de pêlo in vitro positivas, bem como urease positivas, quanto às provas de
requerimentos nutricionais observou-se que todas as cepas cresceram bem em todos os
tubos.
31
Tabela 4: Macromorfologia das cepas de M. canis isoladas de cães e gatos em ágar
batata e ágar Sabouraud
Nome do animal Espécie
Macromorfologia em ágar batata Macromorfologia em ágar Sabouraud
1 Canina a b
2 Canina b c
3 Canina c c
4 Felina c c
5 Canina c c
6 Canina c c
7 Felina b b
8 Felina a c
9 Canina b c
10 Canina a a
11 Canina a c
12 Canina c c
13 Canina b c
14 Felina a a
15 Felina b b
16 Canina b b
17 Canina b c
18 Felina b c
19 Canina c c
20 Canina a a
21 Canina b b
22 Felina c c
23 Canina c c
24 Felina b b
25 Canina b c
26 Canina b a
27 Canina c c
28 Canina b c
29 Canina c c
30 Felina a b
a- colônias algodonosas baixas, apiculadas e com pigmento amarelo canário
b- colônias algodonosas baixas, apiculadas e sem pigmento amarelo canário
c- colônias algodonosas altas e sem pigmento amarelo canário
32
7.2 Análise da estocagem
Das 172 cepas de dermatófitos de origem animal estocadas em períodos
diferentes de março/2002 (38 meses) a maio/2004 (12 meses), nos estoques ágar batata
incubado em freezer a -20º C acrescido de DMSO 10%, ágar batata incubado em freezer
a -20º C acrescido de glicerol 100%, ágar batata incubado em freezer a -20º C sem
adição de crioprotetores, e solução salina acrescida de óleo mineral mantidas em
temperatura ambiente (25º C), apenas 68 cepas apresentaram-se viáveis durante o
processo de recuperação (tabela 5).
Tabela 5. Descrição dos resultados da viabilidade das cepas de dermatófitos em BHI e
em ágar-batata
Resultado em BHI Resultado em ágar-batata Total
Viável Não-viável Contaminou
Cresceu em 5 dias 39 -- -- 39
Cresceu até 7 dias 29 -- -- 29
Não cresceu até 7 dias -- 71 4 75
Contaminou -- -- 29 29
Total 68 71 33 172
Foram realizadas observações diárias para verificar o crescimento de micélio nos
tubos contendo BHI. Os resultados encontrados demonstram que a partir do 7º dia de
observação dos tubos as cepas que não apresentaram crescimento fúngico visível nos
tubos contendo BHI foram consideradas não viáveis; este resultado pode ser confirmado
através da do repique do material em BHI para tubos contendo ágar batata.
Das 57 cepas do estoque com DMSO 10% apenas 7 (12,28%) apresentaram-se
viáveis. Foram analisadas 52 (91,23%) cepas de M. canis, das quais 3 (5,77%) cepas se
apresentaram viáveis e 49 (94,23%) não cresceram. Foram analisadas 4 (7,02%) cepas
de T. mentagrophytes e todas estavam viáveis (100%). Apenas 1 (1,75%) cepa de M.
gypseum se encontrava nesse estoque e não cresceu (tabela 6).
Das 24 cepas do estoque com glicerol 100%, 17 (70,83%) cepas apresentaram-se
viáveis. Foram analisadas 17 (70,83%) cepas de M. canis, das quais 10 (58,82%) cepas
se apresentaram viáveis e 7 (41,18%) não cresceram. Foram analisadas 2 (8,33%) cepas
de T. mentagrophytes e todas estavam viáveis (100%). Foram analisadas 3 (12,5%)
33
cepas de M. gypseum e todas estavam viáveis (100%). Foram analisadas 2 (8,33%)
cepas de T. tonsurans e todas estavam viáveis (100%) (tabela 6).
Das 15 cepas do estoque em freezer a -20º C sem adição de crioprotetores
apenas 1 (6,67%) cresceu durante o processo de recuperação. Foram analisadas 12
(80%) cepas de M. canis, das quais 100% das cepas não se apresentaram viáveis. Foram
analisadas 2 (13,33%) cepas de T. mentagrophytes e 1 (50%) cresceu. Apenas 1 (6,67%)
cepa de M. gypseum se encontrava nesse estoque e não cresceu (tabela 6).
Das 76 cepas do estoque em salina a 25
o
C: 43 (56,58%) cresceram, 4 (5,26%)
não cresceram, e 29 (38,16%) contaminaram. Foram analisadas 61 (80,26%) cepas de
M. canis, das quais 31 (50,82%) se apresentaram viáveis, 4 (6,56%) não cresceram, e 26
(42,62%) estavam contaminadas. Foram analisadas 8 (10,53%) cepas de T.
mentagrophytes das quais 7 (87,5%) cresceram e 1 (12,5%) contaminou. Foram
analisadas 5 (6,58%) cepas de M. gypseum das quais 4 (80%) cresceram e 1 (20%)
contaminou. Foram analisadas 2 (2,63%) cepas de T. tonsurans das quais 1 (50%)
cresceu e 1 (50%) contaminou (tabela 6).
Tabela 6. Resultado em BHI, em relação às espécies e ao tipo de estoque
Espécie Tipo de estoque Resultado em BHI no sétimo dia Total
Cresceu não cresceu contaminou
M.canis DMSO 10% 3 49 -- 52
Sem crioprotetor -- 12 -- 12
Glicerol 100% 10 7 -- 17
Salina 25º C 31 4 26 61
Total 44 72 26 142
T.mentagrophytes DMSO 10% 4 -- -- 4
Sem crioprotetor 1 1 -- 2
Glicerol 100% 2 -- -- 2
Salina 25º C 7 -- 1 8
Total 14 1 1 16
M.gypseum DMSO 10% -- 1 -- 1
Sem crioprotetor -- 1 -- 1
Glicerol 100% 3 -- -- 3
Salina 25º C 4 -- 1 5
Total 7 2 1 10
T.tonsurans Glicerol 100% 2 -- -- 2
Salina 25º C 1 -- 1 2
Total 3 -- 1 4
OBS: DMSO 10%, Sem crioprotetor, Glicerol 100%: estoques à -20º C. Salina: estoque
à 25º C.
34
Para as cepas de M. canis os estoques em Glicerol 100% a -20º C e em Salina a
25º C obtiveram um maior percentual de viabilidade que os demais métodos de
estocagem analisados. Não houve diferença, estatisticamente significativa, na
comparação destes dois tipos de estoque (p=0,5949) Porém, no estoque em Salina a 25º
C o percentual de contaminação é maior do que no estoque em Glicerol 100%
(p=0,0004), assim como no estoque DMSO (p=0,0000) e no estoque sem crioprotetor
(p=0,0059). Para as demais cepas, devido ao reduzido tamanho amostral, não foi
possível realizar comparações.
Para facilitar a visualização destes dados, nos gráficos 1 e 2 encontram-se
demonstrados os resultados de viabilidade obtidos em BHI, de cada espécie de
dermatófito estudada em relação aos tipos de estoque em que elas se encontravam.
35
Gráfico 1. Resultado em BHI, do M. canis e M.gypseum em relação ao tipo de estoque
M.canis
M.gypseum
0
10
20
30
40
50
60
70
DMSO 10% Sem crioprotetor Glicerol 100% Salina 25%
tipo de estoque
freqüência de observações.
contaminou
não cresceu
cresceu
0
1
2
3
4
5
6
DMSO 10% Sem crioprotetor Glicerol 100% Salina 25%
tipo de estoque
freqüência de observações.
contaminou
não cresceu
cresceu
36
Gráfico 2. Resultado em BHI, do T.mentagrophytes e T.tonsurans em relação ao tipo de
estoque
T.mentagrophytes
T.tonsurans
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
DMSO 10% Sem crioprotetor Glicerol 100% Salina 25%
tipo de estoque
freqüência de observações.
contaminou
não cresceu
cresceu
0
1
2
Glicerol 100% Salina 25%
tipo de estoque
freqüência de observações.
contaminou
não cresceu
cresceu
37
Os resultados de viabilidade encontrados em BHI, apresentam diferenças para
cada espécie em relação aos diferentes períodos de estocagem. Bem como em relação
aos métodos de estocagem (tabela 7).
Tabela 7. Estatísticas do tempo de estocagem (meses), em relação às espécies, ao tipo
de estoque e resultado observado no sétimo dia em BHI
Espécie Tipo de estoque Resultado n
o
de cepas
Média do tempo
de estocagem
desvio-
padrão
M.canis DMSO 10% Cresceu 3 18 8,96
Não cresceu 49 32 6,85
Sem crioprotetor Não cresceu 12 34 0,39
Glicerol 100% Cresceu 10 14 3,12
Não cresceu 7 12 0,53
Salina 25º C Cresceu 31 31 10,22
Não cresceu 4 32 6,93
Contaminou 26 22 10,81
T.mentagrophytes DMSO 10% Cresceu 4 25 8,62
Sem crioprotetor Cresceu 1 32 --
Não cresceu 1 22 --
Glicerol 100% Cresceu 2 16 4,95
Salina 25º C Cresceu 7 23 8,69
Contaminou 1 22 --
M.gypseum DMSO 10% Não cresceu 1 34 --
Sem crioprotetor Não cresceu 1 35 --
Glicerol 100% Cresceu 3 15 3,46
Salina 25º C Cresceu 4 20 9,91
Contaminou 1 32 --
T.tonsurans Glicerol 100% Cresceu 2 12 0,71
Salina 25º C Cresceu 1 13 --
Contaminou 1 12 --
As cepas de M. canis, no estoque DMSO 10%, que foram viáveis possuem um
tempo de estocagem inferior às que não foram viáveis (p=0,016). Ou seja, as cepas de
M. canis que se encontravam estocadas em DMSO 10% a menos tempo apresentaram
maior viabilidade que as cepas que estavem mantidas a mais tempo neste tipo de
estoque (tabela 6). No estoque Glicerol 100% (p=0,133), assim como no estoque salina
25% (p=0,708) essa diferença não foi estatisticamente significativa. As demais
comparações, devido ao reduzido tamanho amostral, não serão possíveis.
As cepas de M. canis, no estoque Salina 25º C, que foram viáveis, possuem um
tempo de estocagem superior às que contaminaram (p=0,002), porém a distribuição dos
tempos analisados indicam que existe algum outro fator interferindo na contaminação,
38
pois a maioria das cepas que cresceram possuem tempo de estocagem de 38 meses
(maior tempo observado) e muitos dos que contaminaram possuem tempo de estocagem
até 19 meses, havendo dois valores de maior concentração, em relação aos tempos de
estocagem das cepas com contaminação, em que ambos estão próximos aos extremos
dos tempos observados. Podendo ainda ser destacado o baixo índice de cepas não-
viáveis.
Para facilitar a visualização destes dados, no gráfico 3 encontram-se
demonstrados a distribuição de freqüência do tempo de estocagem (meses), em relação
à espécie, M. canis no tipo de estocagem Salina 25º C e resultados de viabilidade e
contaminação dessas cepas em BHI.
Gráfico 3. Distribuição de freqüência do tempo de estocagem (meses), em relação à
espécie, M. canis no tipo de estocagem Salina 25º C e resultado observado dia em BHI
Com relação aos estudos referentes às características fisiológicas das cepas de
M. canis, isoladas durante o estudo, observou-se que todas as cepas apresentaram
perfuração de pêlo in vitro positivas, bem como urease positivas, quanto às provas de
requerimentos nutricionais observou-se que todas as cepas cresceram bem em todos os
tubos.
0
2
4
6
8
10
12
14
16
10 15 20 25 30 35 40
tempo de estocagem
número de cepas
cresceu
não cresceu
contaminou
39
8. DISCUSSÃO
As dermatofitoses vêm sendo estudadas e descritas em todo o mundo. A
freqüência com que os dermatófitos são isolados varia de acordo com a distribuição
geográfica, fatores ambientais, idade, sexo e raça, bem como com a existência de
variação durante as diferentes estações climáticas (CABAÑES, 2000).
O M. canis é o responsável pela maioria de casos de micoses em cães e gatos e o
mais freqüente dermatófito zoofílico de humanos, em diversas áreas urbanas da Europa
(SYMPANYA & BAXTER 1996; CABAÑES, 2000; BRAJAC et al., 2004;
CAFARCHIA et al., 2004; KOUSSIDOU-EREMONDI et al., 2005), na América do
Norte (RIPPON, 1988; MORIELLO & DEBOER, 1991) e na América Latina (SILVA
et al., 2003) sendo incluída nestas análises as regiões brasileiras (GAMBALE 1987;
BRILHANTE et al., 2003)
Na região Sudeste do Brasil, o M. canis foi o fungo mais isolado em
dermatofitoses de pequenos animais, seguido de Trichophyton mentagrophytes e M.
gypseum (GAMBALE, 1987, GAMBALE, 1993). Na região Nordeste os dermatófitos
acometeram 13,16% dos cães e 27,27% dos gatos avaliados na pesquisa, sendo o gênero
Microsporum o mais isolado (CAVALCANTI et al., 2003). Dados semelhantes foram
encontrados em nossa região (BRILHANTE et al., 2003). Estes dados não diferem do
diagnóstico humano, onde CHINELLI et al., 2003 e BRILHANTE et al., 2004b,
apontam o M. canis como o zoofílico mais isolado em Tinea capitis na cidade de São
Paulo e Fortaleza, respectivamente.
No presente estudo 15,35% dos animais com lesões sugestivas de dermatofitose
foram positivos para esta infecção. Essa prevalência é muito variável na literatura pois
estudos mostram que a frequencia de dermatofitoses em cães pode variar de 7 a 40%, e
de 9 a 46% em gatos (LEWIS, 1991; CABAÑES et al., 1997; BRILHANTE et al.,
2003; CAFARCHIA et al., 2004). Esses dados reforçam a importância da realização de
um diagnóstico adequado, constando de pesquisa direta e cultura, antes de se instaurar o
tratamento.
Nesta pesquisa os gatos foram infectados em 32,14% dos casos, e os cães em
12,64% dos casos. Diversos estudos sobre as dermatofitoses felina e canina demonstram
que os cães apresentam uma menor prevalência de dermatofitose que os gatos
(ROMANO et al., 1997; BRILHANTE et al., 2003; KHOSRAVI & MAHMOUDI,
40
2003). Este fato está relacionado ao fato que os felinos podem ser considerados
reservatórios de M. canis
41
Durante o estudo epidemiológico, 23 raças de cães foram representadas. As
raças mais representativas com dermatofitose foram Yorkshire Terriers (35,5%),
Poodles (14,3%) Doberman Pinschers (11,8%). Gatos da raça persa foram mais
42
estocagem de dermatófitos, devido ao fato de que em 2004, BRILHANTE et al.
analisaram o comportamento de cepas de M. canis estocadas em 5 protocolos distintos
por um período de 3, 6 e 9 meses: em ágar batata a – 20 ºC; ágar batata acrescido de
dimetil-sulfóxido (DMSO; 10%) a – 20 ºC; ágar batata acrescido de glicerol (10%) a –
20 ºC; salina com óleo mineral a 25 ºC; salina a 25 ºC. Na presente investigação houve
o interesse em se avaliar a estocagem de cepas de dermatófitos que se encontravam
estocadas por mais de 12 meses na micoteca do CEMM.
Com isso, para avaliação da estocagem de cepas de dermatófitos de origem
animal, foram analisados os estoques de 172 cepas de dermatófitos isolados de cães e
gatos, sendo: 142 cepas de Microsporum canis, 10 cepas de Microsporum gypseum, 16
cepas de Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes e 4 cepas de Trichophyton
tonsurans. As cepas foram estocadas em períodos diferentes de março/2002 (38 meses)
a maio/2004 (12 meses) na micoteca do CEMM em ágar batata incubado em freezer a -
20º C acrescido de DMSO 10%, ágar batata incubado em freezer a -20º C acrescido de
glicerol 100%, ágar batata incubado em freezer a -20º C sem adição de crioprotetores, e
em solução salina acrescida de óleo mineral mantidas em temperatura ambiente (25º C).
Poucas são as fontes literárias à disposição para comparação e aprofundamento
de métodos de estocagem em microorganismos, mais raro ainda em se tratando de
fungos. Técnicas antigas e convencionais como estocagem em solo ou em solução
salina, ou, técnicas mais modernas como a crioconservação com diferentes substâncias
também mostram uma disparidade muito grande já que os fungos utilizados são muito
variados, bem como as substâncias crioconservadoras, temperaturas e protocolos de
estocagem (BUENO & GALLARDO, 1998).
É importante, contudo, ressaltar a necessidade de pesquisas mais especializadas,
incluindo a avaliação dos perfis genéticos ao longo da estocagem, tendo em vista que
algumas alterações ou mutações genéticas podem ocorrer devido ao estresse de
estocagem ao qual as cepas são submetidas sem que as mesmas sejam expressadas em
modificações fenotípicas aparentes, mas em padrões outros de avaliação das células
fúngicas.
Os resultados deste estudo indicam as cepas de dermatófitos das espécies M.
gypseum, T. mentagrophytes var. mentagrophytes e T. tonsurans, podem ser mantidas
por períodos de até 38 meses em freezer a -20º C, bem como em salina acrescida de
óleo mineral a 25º C. Dados de literatura indicam que essas espécies de dermatófitos
podem manter-se satisfatoriamente viáveis por períodos de até 10 anos em diferentes
43
métodos de preservação, demostrando que esses fungos quando manipulados
adequadamente resistem à estocagem (DESHMUKH, 2004).
Em relação ao M. canis, observou-se uma menor taxa de viabilidade que as
demais espécies supracitadas, sendo os melhores resultados obtidos nos estoques em
ágar batata acrescido de glicerol 100% a -20º C e em salina a 25º C. Um estudo
realizado em nossa região utilizando cepas de M. canis analisou o comportamento desse
dermatófito em ágar batata a – 20 ºC; ágar batata acrescido de dimetil-sulfóxido
(DMSO; 10%) a – 20 ºC; ágar batata acrescido de glicerol (10%) a – 20 ºC; salina com
óleo mineral a 25 ºC; salina a 25 ºC. Os resultados encontrados mostraram uma variação
no percentual de viabilidade das cepas de M. canis dependendo do método de
estocagem a que ele foi submetido, tendo inclusive obtendo taxa de 100% de morte de
cepas de M. canis quando estocadas em agar batata acrescido de glicerol 10% por um
período de 9 meses (BRILHANTE et al., 2004).
Ainda em relação ao estudo realizado por Brilhante et al., 2004, as cepas de M.
canis estocadas em agar batata acrescido de DMSO 10% obtiveram boa recuperação
após nove meses de estocagem. Em nossa pesquisa encontramos que após 12 meses de
estocagem neste mesmo método de estoque as cepas de M. canis não apresentaram
viabilidade, indicando que o fator tempo deve ser levado em consideração quando da
escolha de um método para estocagem de cepas de M. canis.
No estoque salina a 25º C observou-se uma grande taxa de contaminação. As
cepas de M. canis, neste estoque, que se encontravam contaminadas, apresentaram-se
distribuídas ao longo de todo o período (12-38 meses). Estes dados demonstram não é o
tempo de estocagem e sim outros fatores que estão interferindo na eficácia dessa
técnica. Estudos demonstram que alguns grupos de fungos podem manter-se viáveis por
longos períodos quando estocados pelo método Castellani (BUENO & GALLARDO,
1998; BRILHANTE et al., 2004). Esse é um método extremamente fácil e barato para
a preservação de diversas espécies fúngicas, e é bastante utilizado por não necessitar de
estrutura especial para sua realização (TADDEI et al., 1999).
Apesar das facilidades da realização dessa técnica, o crescimento fúngico ocorre
lentamente podendo levar a mudanças morfofisiológicas, bem como, à deteriorização
das cepas, além da contaminação (QIANGQIANG & JIAJUN, 1998).
Nossos resultados demonstram que, com exceção as cepas de M. canis, os
dermatófitos de origem animal podem ser preservados em todos os métodos de
estocagem avaliados durante essa pesquisa. Já as cepas de M. canis, ainda são
44
necessários mais estudos a fim de que se possa recomendar um método ideal para sua
preservação por longos períodos. Portanto, recomenda-se que cada isolado seja mantido
em pelo menos dois métodos de estocagem a fim de garantir uma boa taxa de
recuperação dessas cepas.
45
9. CONCLUSÕES
- Os dados encontrados nesta pesquisa evidenciaram que o M. canis
ainda é o agente etiológico mais frequentemente isolado de cães e
gatos em nossa região;
- Os gatos foram mais frequentemente acometidos por dermatofitose
quando comparado aos cães;
- Os resultados sugerem que gatos com idade inferior à 1 ano foram os
mais frequentemente acometidos por dermatofitose, entretando esse
fato não se aplica aos cães estudados;
- A sazonalidade não interfere na incidência de dermatófitos na região
do estudo epidemiológico;
- Os estoques ágar batata acrescido com glicerol 100% (-20º C) e salina
acrescida de óleo mineral (25º C) foram os que apresentaram maior
índice de viabilidade de cepas de M. canis;
- A contaminação mais elevada foi observada no estoque salina
acrescida de óleo mineral (25º C), demonstrando que são necessários
cuidados quando da realização deste método, a fim de minimizar esse
problema;
- O maior índice de cepas inviáveis, independente do método de
estocagem, foi em relação ao M. canis, o que evidencia a necessidade
de mais estudos em relação à escolha de um método mais eficaz para
garantir uma boa recuperação dessa espécie de dermatófito.
46
10. REFERÊNCIAS B IBLIOGRÁFICAS
1. AIZAWA, T.; KANO, R.; NAKAMURA, Y.; WATANABE, S.;
HASEGAWA, A. Molecular heterogeneity in clinical isolates of Malassezia
pachydermatis from dogs. Ve t eri n a ry M i c ro b i o lo g y , v. 70, p. 67-75, 1999.
2. AKERSTEDT, J.; VOLLSET, I. Malassezia pachydermatis with special
reference to canine skin disease. B ri t is h V et e rin a ry Jo u rna l, v. 152, n. 3, p. 269-281,
1996.
3. BAXTER, M. Ringworm due to Microsporum canis in cats and dogs in
New Zealand. The New Zealand Veterina ry Jou rnal. 21: 33-37. 1973.
4. BENAROUDJ, N.; LEE, D.H.; GOLDBERG, A.L. Trehalose
Accumulation during Cellular Stress Protects Cells and Cellular Proteins from Damage
by Oxygen Radicals. J. B iol. Chem. v. 276, n. 26, p. 24261-24267, 2001.
5. BIDAULT, N.P.; HAMMER, B.E.; HUBEL A. Rapid MR imaging of
crioprotestant permeation in an engeineered dermal replacement. Criobiology, v. 40, p.
13-26, 2000.
6. BRAJAC, I.; STOJNIC-SOSA, L.; PRPIC, L.; LONCAREK, K.;
GRUBER, F. The epidemiology of Microsporum canis infections in Rijeka area,
Croatia Mycoses. 47:222-6. 2004.
7. BRILHANTE, R.S.; CAVALCANTE, C.S.; SOARES-JUNIOR, F.A.;
CORDEIRO, R.A.; SIDRIM, J.J.; ROCHA, M.F. High rate of Microsporum canis
feline and canine dermatophytoses in Northeast Brazil: epidemiological and diagnostic
features. Mycopathologia, v. 156, n. 4, p. 303-308. 2003.
8. BRILHANTE, R.S.N; CAVALCANTE, C.S.P.; SOARES-JUNIOR,
F.A.; MONTEIRO, A.J.; BRITO, E.H.S.; CORDEIRO, R.A.; SIDRIM, J.J.C.; ROCHA,
M.F.G. Evaluation of Microsporum canis in different methods of storage. Medical
Mycology, v. 42, p. 499-504, 2004.
47
9. BRILHANTE, R.S, N.; CORDEIRO, R.A.; ROCHA, M.F.G.;
MONTEIRO, A.J.; MEIRELES, T.E.; SIDRIM, J.J.C. Tinea capitis in a dermatology
center in the city of Fortaleza, Brazil: the role of Trichophyton tonsurans Internationa l
Journa l of Dermato lology 43: 575-9. 2004b.
10. BROWN, A. D. Compatible solutes and extreme water stress in
eukariotic microorganisms. Advances in Mic robial Physio logy, v. 17, p. 181-242,
1978.
11. BROWSE, J.; XIN, Z. Temperature Sensing and Cold Acclimation.
Curr. Opin. Plant. Biol., v. 4, p. 241–246, 2001.
12. BUENO, L.; GALLARDO, R. Preservación de hongos filamentosos en
agua destilada estéril. Revista Iberoamericana de Micologia, v. 15, p. 166-168, 1998.
13. BUNSE, T.; STEIGLEDER, G.K. The preservation of fungal cultures by
lyophilization. Micoses, v. 34, p. 173-176, 1991.
14. CABAÑES, F.J; ABARCA, L. M; BRAUGULAT, M. R.
Dermatophytes isoleted from domestic animals in Barcelona, Spain. M ycopathologia,
v. 137, p. 107-113, 1997.
15. CABAÑES, F.J. Dermatofotosis animales. Recientes avances. Revista
Iberoamericana de M icologia, v. 17, p. 8-12, 2000.
16. CAFARCHIA, C.; ROMITO, D.; SASANELLI, M.; LIA, R.; CAPELLI,
G.; OTRANTO D The epidemiology of canine and feline dermatophytoses in southern
Italy M yc ose s. 47: 508-13. 2004.
17. CARLOTTI, D. N.; BESINGNOR, E. Dermatophytosis due
Microsporum persicolor (13 cases) or Microsporum gypseum (20 cases) in dogs.
Veterinary Dermatology, 10(1): 17-27,1999.
48
18. CARLTON, W.W.; MCGAVIN, M.D. Patologia Veterinária especial de
thomson. Porto Alegre, Artmed, p672, 1998.
19. CAVALCANTI, M. P.; FAUSTINO, M.A.G.F.;FILHO, J.B.G.; ALVES,
L.C. Freqüência de dermatófitos e fungos saprófitas em caninos e felinos com
sintomatologia sugestiva de dermatopatia micótica atendidos no Hospital Veterinário da
UFRPE. Clínica Veteriná ria. 43. 24-30. 2003.
20. CHINELLI, P.A.; SOFIATTI, A. D.E. A.; NUNES, R.S.; MARTINS,
J.E. Dermatophyte agents in the city of Sao Paulo, from 1992 to 2002 Revista do
Instituto de Medicina Tropical de São Paulo. 45(5):259-63. 2003.
21. CLIQUET, S.; JACKSON, M. A. Influence of culture conditions on
production and freeze-drying tolerance of Paecilomyces fumosoroseus blastospores.
Journa l of Industrial Microbiology & Biotecnology, v. 23, p. 97-102, 1999.
22. CRESPO, M.J.; ABARCA, M.L.; CABAÑES, F.J. Atypical Lipid-
Dependent Malassezia Species Isolated from Dogs with Otitis Externa. Journal of
Clinica l Microbiology, v. 38, n. 6, p. 2383- 2385, 2000.
23. CROAN, S.C. Lyophilization of hypha-forming tropical wood-inhabiting
Basidiomycotina. Mycol ogia, v. 92, p. 810-817, 2000.
24. CROAN, S. C.; BURDSALL, H. H.; RENTMEESTER, R. M.
Preservation of tropical wood-inhabiting Basidiomycotina. Mycologia, v. 91, p. 908-
916, 1999.
25. CROWE, J.H.; CROWE, L.M.; CARPENTER, J.F.; RUDOLPH, A.S.;
AURELL WISTROM, C.; SPARGO, B.J.; ANCHODORGUY, T.J. Interactions of
sugars with membranes. Biochimica et Biophysica Acta, v. 947, p. 367-384, 1988.
26. DAEMEN, A. L. H.; VAN DER STEGE, H. J. 1 - The destruction of
enzymes and bacteria during the spray drying of milk and whey. 2 - The effect of the
drying conditions. Neth . Milk Dairy J., v. 36, p. 211–229, 1982.
49
27. DAHL, M.V. Dermatophytosis and the immune response. Jou rnal of
Am. Acad. Dermatol., v. 31, p. 34-41, 1994.
28. DAY, J.G. Cryopreservation and Freeze-Drying Protocols. McLellan
M.R. (Eds.), Humana Press, ISBN: 0-89603-296-5, v. 38. 1995.
29. DESHMUKH, S.K. The maintenance and preservation of keratinophilic
fungi and related dermatophytes. Mycoses, v. 46, p. 203-207, 2003.
30. DOAN CH.; DAVIDSON PM 2000. Microbiology of potatoes and
potato products: a review. J Food Prot 63(5): 668-683.
31. DUMET, D.; ENGELMANN, F.; CHABRILLANGE, N.; DUVAL, Y.;
DEREUDDRE, J. Importance of sucrose for the acquisition of tolerance to desiccation
and cryopreservation of oil palm somatic embryos. Cryo-Letters, v. 14, p. 243-250,
1993.
32. ESPINEL- INGROFF A, MONTEIRO D, MARTIN-MAZUELOS E.
Long term preservation of fungal isolates in commercially prepared cryogenic
microbank vials. J Clin Microbiol 42: 1257-1259.2004.
33. FOIL, C.S. Dermatophytosis. In: Greene, CE, ed. Infectious Diseases of
the dog and cat. Philadelphia: W.B. Saunders, 362-70, 1998.
34. GAMBALE, W.; CORREA, B.; PAULA, C.R.; PURCHIO, A.;
LARSSON, C. E. Ocorrência de fungos em lesões superficiais de cães na cidade de São
Paulo, Brasil. Ve r. Fac. M ed Vet Zootec., v. 24, p. 187-191, 1987.
35. GAMBALE, W.; LARSSON, C,E.; MORITAMI, M.M. Dermatophytes
and other fungi of the haircoat of cats without dermatophytosis in the city of São Paulo,
Brazil. Feline Practice – Fungal Pa rasitology. 21: 29-32, 1993.
50
36. GARCIA, M. E.; BLANCO, J. L. Principales enfermedades fúngicas que
afetam a los animales domésticos. Revista Iberoamericana de M icologia, v. 17, p. S2-
S7, 2000.
37. GIRÃO, M. D.; PRADO, M. R.; BRILHANTE, R. S. N.; CORDEIRO,
R. A.; MONTEIRO, A. J.; SIDRIM, J. J. C.; ROCHA, M. F. G. Viabilidade de cepas de
Malassezia pachydermatis mantidas em diferentes métodos de conservação. Revista da
Sociedad e B rasileira de M edi cin a Tropical, v. 37, n. 3, p. 229-233, 2004.
38. GRÄSER, Y.; EL FARI, M.; STERRY, W.; TIETZ, H. J. Identification
of common dermatophytes (Trichophyton, Microsporum Epidermophyton) using
polymerase chain reactions. B ritish Journa l of Dermat ology, v. 138, p. 576-582, 1998.
39. GRAUMANN, P.; MARAHIEL, M. Some like it cold: response of
micro-organisms to cold shock. Ar ch. M icr obiol. v. 166, p. 293-300, 1996.
40. GROB, M. La parade cellulaire aux variations thermiques. La
Reche r che, v. 317, p. 82–86, 1999.
41. GUILLOT, J.; LATIÉ, L.; MANJULA, D. et al., Evaluation of the
dermatophyte test medium Rapid Vet-D. Veterinary De rmatology. 12: 123-7. 2001.
42. HAY, R. J. De rmatophytosis and other superficia l mycoses. En:
Mandell, G. L.; Bennet, J. E.; Dolin, R. Principles and practice of infectious disease. 4
a
Ed. London, p. 2375-2386, 1995.
43. HIRSH, A. G. Vitrification in plants as a natural form of cryoprotection.
Cryobio logy, v. 24, p. 214-228, 1987.
44. HOEKSTRA, F. A.; HAIGH, A. M.; TETTEROO, F. A. A.; ROEKEL,
T. V. Changes in soluble sugars in relation to desiccation tolerance in cauliflower seeds.
Seed S ci Res., v. 4, p. 143-147, 1994.
51
45. HORACZEK, A.; VIERNSTEIN, H. Comparison of three commonly
used drying technologies with respect to activity and longevity of aerial conidia of
Beauveria brongniartii and Metarhizium anisopliae. B iological Cont rol, v. 31, p. 65–
71, 2004.
46. HUBÁLEK, Z. Cryopreservation of Microorganisms at Ultra-low
Temperatures. Praga, Academia Praha, Czech Republic, 286 p., 1996.
47. HUBÁLEK, Z. Protectants used in the cryopreservation of
microorganisms. Cryobiology, Review, v. 46, p. 205–229, 2003.
48. IMANISHI, H. T.; SUZUKI, T.; MASUDA, K.; HARADA, T.
Accumulation of raffinose and stachyose in shoot apices of Lonicera caerulea L. during
cold acclimation. Scientia Hort iculturae, v. 72, p. 255-263, 1998.
49. KANWAR, A.J.; BELHAJ, M.S. Tinea capitis in Benghazi, Libya.
International Journal of Dermat o logy 26: 371-373. 1987.
50. KAPLAN, W. ; IVENS, M.S. Sabouraudia 1: 91. 1961.
51. KHOSRAVI, A. R.; MAHMOUDI, M. Dermatophytes isollated from
domestic animals in Iran. Mycoses, v. 46, p. 222-225, 2003.
52. KIRSOP, B.E.; DOYLE, A. Maintenance of Microorganisms and
Cultured Cells: a manual of laboratory methods. Second ed., Academic Pre ss, London,
1991.
53. KNASMMÜLLER, S.; PARZEFALL, W.; HELMA, C.; KASSIER, F.;
ECKER, S.; SCHULTE, H. R. Toxic effects of griseofulvin: disease models,
mechanisms, and risk assentment. Crit. Ver. Toxicol., v. 27, p. 495-537 , 1997.
54. KOUSSIDOU-EREMONDI, T.; DEVLIOTOU-PANAGIOTIDOU, D.;
MOURELLOU-TSATSOU, O.; MINAS, A Epidemiology of dermatomycoses in
children living in Northern Greece 1996-2000. Mycoses. 48:11-6. 2005.
52
55. KRAMER, P. J.; BOYER, J. S. Water relations of plants and soils.
Academic Pre ss, San Diego, CA, p. 495, 1995.
56. KULESHOVA, L. L.; MACFARLANE, D. R.; TROUNSON, A. O.;
SHAW, M. Sugars exert a major influence on the vitrification properties of ethylene
glycol-based solutions and have a low toxicity to embryos and oocytes. Cryobiology. v.
38, p. 119-130, 1999.
57. KANO, R.; NAKAMURA, Y.; WATARI, T. Identification of clinical
isolated of Microsporum canis and Microsporum gypseum by random amplification
polymorphic DNA (RAPD) and Sourthem hibridization analyses. M ycose s, v. 41, p.
139-143, 1998.
58. LACAZ, C. S.; PORTO, E.; HEINS-VACARI, E. M.; MELO, N. T.
Guia p ara ident ificação. Fungos Actinomicet os A lgas de interes se médico. São
Paulo, Ed. Sarvier, 445 p., 1998.
59. LARA-HERRERA, I.; MATA, G.; GAITAN-HERNANDÉZ, R.
Evaluación del efecto de la criopreservación de cepas de Pleuotus spp. sobre la
producción de carpóforos. Revista Iberoame ric ana de M icologia, v. 15, p. 44-47,
1998.
60. LEWIS, D.T.; FOIL, C.S.; HOSGOOD, G. Epidemiology and clinical
features of dermatophytosis in dogs and cats at Louisiana State University: 1981-1990.
Veterinary Dermatology, v. 2, p. 53-58, 1991.
61. LIEBERMANN, J.; NAWROTH, F.; ISACHENKO, V.; ISACHENKO,
E.; RAHIMI, G.; TUCKER, M. J. Minireview: Potential Importance of Vitrification in
Reproductive Medicine. Biology of Reproduction, v. 67, p. 1671-1680, 2002.
62. LOPES, A.J.; CAPONE, D.; JANSEN, J. M. Aspergilosis pulmonares.
Pulmão RJ, v. 13, p. 34-44, 2004.
53
63. LOVELOCK, J. E.; BISHOP, M. W. H. Prevention of freezing damage
to living cells by dimethylsulphoxide. Nature, v. 183, p. 1394–1395, 1959.
64. MACIEL, A.S.; VIANA, J.A. Dermatofitose em cães e gatos: uma
revisão. Clínica Veteriná ria, 57: 74-82. 2005.
65. MANCIANTI, F.; NARDONI, S.; CECCHI, S.; CORAZZA, M.;
TACCINI, F Dermatophytes isolated from symptomatic dogs and cats in Tuscany, Italy
during a 15-year-period Mycopathologia. 156:13-8.2002.
66. MAZUR, P. Freezing of living cells: mechanisms and applications. Am.
J. Physiol., v. 247, p. 125–142, 1984.
67. MC GINNIS, M.R.; PADHYE, A.A.; AJELLO, L. Storage of stock
cultures of filamentous fungi, yeasts and some aerobic Actinomycetes in sterile distilled
water. Appl. Microbiol ogy, v. 28, p. 218-222, 1974.
68. MENDLEAU, L.; RISTIC, Z. Diagnosing dermatophytosis in dogs and
cats. Veterinary Medicine, 87(11): 1086-1091, 1992.
69. MENDLEAU, L.; HNILICA, K. A. Dermat ologia de pequenos
animais: Atlas colo rido e guia terapêutico. 1
a
Ed. Roca, 2003.
70. MILLANTA, F.; PEDONESE, F.; MANCIANTI, F. Relationship
between in vivo and in vitro activity of terbinafine against Microsporum canis infection
in cats. J. Mycol. Méd., v. 10, p. 30-33, 2000.
71. MORIELLO K.A.; DEBOER DJ. Fungal flora of the hair coat of cats
with and without dermatophytosis. Journa l of M edical and Vet erinary M ycology 29:
285-292. 1991.
72. MORIELLO KA. Treatment of dermatophytosis in dogs and cats: review
of published studies. Veterina ry Dermatology 15: 99-107.2004.
54
73. ODDS, F. C. Long-term laboratory preservation of pathogenic yeasts in
water. J. Med. Vet. J.BasicM icrobiol.; Mycol, v. 29, n. 6, p. 413-5, 1991.
74. OLIVARES, R. A. C. Ringworm Infection in Dogs and Cats. In: Recent
Advances in Canine Infectious Diseases. Carmichael L. (Ed.), International
Veterinary Information Se rvice, Ithaca NY, (www.ivis.org). Document no.
A0113.0603, 2003.
75. OLIVER, M. J. Desiccation tolerance in vegetative plant cells. Physiol
Plant., v. 97, p. 779-787, 1996.
76. PANOFF, J. M.; THAMMAVONGS, B.; GUEGUEN, M.;
BOUTIBONNES, P. Cold stress response in mesophilic bacteria. Cryobiology, v. 36, p.
75–83, 1998.
77. PANOFF, J. M.; THAMMAVONGS, B.; LAPLACE, J. M.; HARTKE,
A.; BOUTIBONNES, P.; AUFFRAY, Y. Cryotolerance and cold aptation in
Lactococcus lactis subsp. lactis IL1403. Cryobiology, v. 32, p. 516–520, 1995.
78. PASARELL, L.; MC GINNIS, M. R. Viability of fungal culture
maintained at – 70
o
C. Journal of Clinica l Microbiology, v. 30, p. 1000-1004, 1992.
79. PHADTARE, S.; ALSINA, J.; INOUYE, M. Cold-shock response and
cold-shock proteins. Curr. Opin. Microbiol., v. 2, p. 175–180, 1999.
80. PIER, A.C.; MORIELLO, K.A. Parasitic relationship between
Microsporum canis and the cat. Medical Mycology 36: 271-275, 1998.
81. PIER, A. C.; SMITH, J. M. B.; ALEXIOU, H.; ELLIS, D. H.; LUND,
A.; PRITCHARD, R. C. Animal ringworm – its aetiology, public health significance
and control. J. Med. Vet. Mycol., v. 32, p. 133-150, 1994.
82. PIÉRARD, G. E.; ARRESE, J. E.; PIÉRARD-FRANCHIMONT, C.
Treatment and prophylaxis of Tinea infections. Drugs, v. 52, p. 209-224, 1996.
55
83. PINHEIRO, A.Q., MOREIRA, J.L.B., SIDRIM, J.J.C. Dermatofitoses no
meio urbano e a coexistência do homen com cães e gatos. Revista da Sociedade
Brasileira de Medicina Tropical, 30(4):287-294,1997.
84. POLGE, C.; SMITH, A. U.; PARKES, A. S. Revival of spermatozoa
after vitrification and dehydration at low temperatures. Nature, v. 164, p. 666, 1949.
85. QUIANGQIANG, Z.; JIAJUN, W. Storage of fungi usuing sterile
distilled water or lyophilization: comparison after 12 years. Mi cose s, v. 41, p. 255-257,
1998.
86. RIPPON, J. W. Medical micology: the pathogenic fungi and the
path ogen ic act inomicetes. 3
a
Ed., Philadelphia : W.B Saunders Company, 1988.
87. ROCHETE, F., ENGELEN, M., VANDEN BOSSCHE, H. Antifungal
agents of use in animal health-pratical applications. J o u rn a l o f t h e V e t e ri n a ry
Pharmaco logy Therapy, 26(1): 31-53, 2003.
88. RODRIGUEZ, E. G.; LÍRIO, V.; LACAZ, C. S. Preservação de fungos e
actinomicetos de interesse médico em água destilada. Revista Instituto de Medicina
Tropical, São Paulo, v. 34, p. 159-165, 1992.
89. ROMANO, C.; VALENTI, L.; BARBARA R. Dermatophytes isolated
from asymtomatic stray cats. M yco ses. 40: 471-472, 1997.
90. RYAN, M. J., JEFFRIES, P., BRIDGE, P.D., SMITH, D. Developing
cryopreservation protocols to secure fungal gene function. C ryo Lett., 22:115-124,
2001.
91. SAKAI, A. Cryopreservation of germplasm of woody plants. In YPS
Bajaj, ed, Biot echnology in agricultu re and forestry, v. 32, Cryopreservation of plant
germplasm I, Springer-Verlag, Berlin, Heiderlberg, New York, p. 53-69, 1995.
56
92. SAKAI, A.; YOSHIDA, S. The role of sugar and related compounds in
variations of freezing resistance. Cryobiology, v. 5, p. 160-174, 1968.
93. SAMUEL KIM, S.; BATTAGLIA, D. E.; SOULES, M. R. The future of
human ovarian cryopreservation nad transplantation: fertilit and beyond. Fertility and
ste r ili ty, v. 75, 2001.
94. SANTOS, I.R.I. Criopreservação de germoplasma vegetal: a alternativa
para a conservação a longo prazo. Biotecnologia Ciência & Desenvo lvi mento, n. 20 -
maio/junho, 2001.
95. SCOTT, D.W.; MILLER, W.H.; GRIFFIN, C.E et al. Fungal skin
diseases. In : Muller and kirks Small Animal Dermatology. 6 ed. Philadelfia: WB.
Saunders. 336-361, 2001.
96. SHARMA, B.; SMITH, D. Recovery of fungi after storage for over a
quarter of a century. World Journal of Mi crobiology & biotechnology, v. 15, p. 517-
519, 1999.
97. SHAW, J. M.; ORANRATNACHHAI, A.; TROUNSON, A. O.
Fundamental criobiology of mammalian oocytes and ovarian tissue. T eriogenology, v.
53, p. 59-72, 2000.
98. SIDRIM, J.J.C.; ROCHA, M.F.G. M icologia Médica à Luz de Autores
Contemporâneos. Ed. Guanabara Koogan, 1
a
Edição, 2004.
99. SILVA, A. M. M.; BORBA, C. M.; OLIVEIRA, P. C. Viability and
morphological alterations of Paracoccidioides brasiliensis strains preserved under
mineral oil for long periods of time. Mycoses, v. 37, p. 165-169, 1994.
100. SILVA, V.;THOMSON, P.; MAIER, L.; ANTICEVIC S. Dermatophyte
infection and colonization in dogs from South Santiago, Chile. Revista
Iberoamericana de M icologia. 20:145-8. 2003.
57
101. SIMPANYA, M.F.; BAXTER, M. Isolation of fungi from pelage of cats
and dogs using the hairbrush technique. M ycopathologia, v. 134, p. 129-133, 1996.
102. SMITH D.; RYAN MJ. Current status of fungal collections and their
role in biotechnology In: Handbook of fungal biotechnology Ed) pp 527-538. Marcel
Dekker, New York. 2003.
103. SPARKES, A.H.; WERRETT, G.; STOKES, C.R.; GRUFFYDD-
JONES, T.J. Microsporum canis: innapparent carriage by cats and the viability of
arthrospores. Journal Sma ll Animal Practice 35: 397-401, 1994.
104. SUTTON, D. A.; FOTHERGILL, A. W.; RINALDI, M. G. Guide to
Clinically Significant Fungi. 1st ed. Williams & Wilkins, Baltimore, 1998.
105. SYMOENS, F.; NOLARD, N. Biodiversité des microorganisms: aspects
legaux et role des collections. J. Mycol. Med., v. 9, p. 49-51, 1999.
106. TADDEI, A.; MILAGROS, M. T.; CAPRILES, C. H. Viability studies
on actinomycetes. Mycopathologia, v. 143, p. 161-164, 1999.
107. TAKAHASHI, I. Current types of human dermatophytoses transmitted
from animal. Nippon Ishinkin Gakkai Zasshi, v. 44, n. 4, p. 245-7, 2003.
108. THAMMAVONGS, B.; CORROLER, D.; PANOFF, J.M.; AUFFRAY,
Y.; BOUTIBONNES, P. Physiological response of Enterococcus faecalis JH2-2 to cold
shock: growth at low temperatures and freezing thawing challenge. Lett. Appl.
Microbiol., v. 23, p. 398–402, 1996.
109. THAMMAVONGS, B.; PANOFF, J.M.; GUEGUEN, M. Phenotypic
adaptation to freeze–thaw stress of the yeast-like fungus Geotrichum candidum.
International Journal o f Food Microbiology , v. 60, p. 99–105, 2000.
110. THIERINGER, H. A.; JONES, P. G.; INOUYE, M. Cold shock and
adaptation. B ioessays, v. 20, p. 49–57, 1998.
58
111. TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Mi crobiologia. Ed.
Artmed. 6
a
edção, 2000.
112. VERTUCCI, C. W.; FARRANT, J. M. Acquisition and loss of
desiccation tolerance. Seed development and germination, J K i ge l, G Ga li li , e d s,
Marcel Dekker Inc., New York, p. 237-271, 1995.
113. VIANI, F.C; DOS SANTOS, J.I.; PAULA, C.R.; LARSSON, C.E &
GAMBALE, W. Production of extracellular enzymes by Microsporum canis and their
role virulence. Medical Mycology 39: 463-8. 2001.
114. ZAITZ C., Dermatofitoses. In: ZAITZ, C., CAMPBELL, I., MARQUES,
S.A., RUIZ, L.R.B., SOUZA, V.M. Compêndio de micologia médica. Rio de Janeiro,
MEDSI, p. 81- 98, 1998.
115. ZRIMSEK, P., KOS, J., PINTER, L., DROBNIC-KOSOROK, M.
Detection by ELISA of the humoral immune response in rabbits naturally infected with
Trichophyton mentagrophytes. V e t e ri n a ry M i c ro b i o l o g y , 70(1-2): 77-86,1999.
59
ANEXO I
Memórias do Instituto Oswaldo Cruz
Preservação de dermatófitos em diferentes mét odos de estocagem
[Preservation of dermatophytes in different methods of storage]
CSP CAVALCANTE
*
, RSN BRILHANTE*, EHS BRITO*, RA CORDEIRO*/***, AJ
MONTEIRO
**
, J JC SIDRIM*, MFG ROCHA**.
Faculdade de Veterinária, Pós Graduação em ciências Veterinárias *Centro
Especializado em Micologia Médica, Faculdade de Medicina, Departeamento de
Patologia e Medicina Legal **Departamento de Estatística e Matemática Aplicada,
Universidade Federal do Ceará Rua Monsenhor Furtado, s/n, 60430-350, Fortaleza, CE,
Brasil ***Departamento de Biologia, Universidade Estadual do Ceará, Fortaleza, CE,
Brasil
Autor para correspon d encia: C. S. P. CAVALCANTE. Rua José Barcelos, 66; São
Gerardo. CEP: 60.450-510. Fortaleza, CE, Brasil. Tel: 55 (085) 3283-2780. E. mail:
carolinaspc@yahoo.com.br
60
Abstract
The main objective of this investigation was to evaluate different methods of storage for
strains of Microsporum canis, M. gypseum, Trichophyton mentagrophytes and T.
tonsurans, isolated from dogs and cats. A total of 172 strains of dermatophytes were
maintained in different methods of storage, such as potato agar at -20º C; potato agar
added to 10% dimethyl-sulfoxide at -20º C; potato agar added to glycerol (100%) at -
20º C and saline with a mineral-oil layer 25º C. The strains were stored, em diferentes
períodos desde March/2002 (38 months) to May/2004 (12 months). The results suggest
that to ensure optimal viability each M. canis isolate maintained should be held in at
least two methods of storage, potato agar added to glycerol (100%) at -20º C and saline
with a mineral-oil layer 25º C; and that all methods of storage can be used for
preservation of others dermatophytes.
Key words: dermatophytes, Microsporum sp, Trichophyton sp, storage
Resumo
O objetivo principal desta investigação foi avaliar diferentes métodos de estocagem para
cepas de Microsporum canis, M. gypseum, Trichophyton mentagrophytes e T.
tonsurans, isolados de cães e gatos. O total de 172 cepas de dermatófitos foram
mantidas em ágar batata a -20º C sem adição de crioprotetores, ágar batata acrescido de
dimetil-sulfóxido (DMSO) 10% a – 20º C, ágar batata acrescido de glicerol 100% a -
20ºC e em solução salina acrescida de óleo mineral mantidas a 25º C. As cepas estavam
estocadas em diferentes períodos desde Março/2002 (38 meses) a Maio/2004 (12
meses). Os resultados sugerem para garantir a viabilidade cada cepa de M. canis deve
ser mantida em pelo menos dois dos métodos de estocagem, ágar batata acrescido de
glicerol 100% a -20ºC e em solução salina acrescida de óleo mineral mantidas a 25º; e
todos os métodos de estocagem podem ser utilizados para preservação das outras
espécies de dermatófitos.
Palavras-chave: dermatófitos, Microsporum sp, Trichophyton sp, estocagem
61
Introdução
Para que seja realizado um estudo satisfatório da microbiota fúngica à longo
prazo, é necessário que se escolha um método de estocagem das cepas isoladas
adequado, haja vista, que elas serão usadas como subsídios na observação da ocorrência
de alterações fenotípicas e genotípicas desses microrganismos (Knasmmüller et al.1997,
Millanta et al. 2000).
Muitos protocolos vem sendo sugeridos para preservação de cepas fúngicas,
entretanto nenhuma delas se aplica a todas as espécies fúngicas (Espinel-Ingroff et al.
2004). O estoque de fungos isolados de processos infecciosos apresenta grande
importância, pois muitas vezes esses agentes apresentam crescimento lento e escasso,
acarretando em um difícil isolamento das cepas (Doan & Davidson 2000).
Todas as técnicas possuem vantagens e desvantagens, e nenhuma delas tem sido
correlacionada pela literatura especializada como uma forma definitiva para garantir
100% de viabilidade das cepas após o período de estocagem (Silva et al. 1994, Brilhante
et al. 2004).
Novas técnicas de estocagem visam adequar o melhor método de preservação
para cada fungo, possibilitando metodologias espécie-específicas, e, vislumbrando a
preservação de cepas a longo prazo, seja em temperatura ambiente ou em freezer.
Atualmente, boa parte dos bancos de coleções faz uso de pelo menos duas metodologias
de estocagem, visando garantir a viabilidade e manutenção das cepas (Brilhante et al.
2004, Girão et al. 2004).
Com isso, o objetivo deste trabalho foi avaliar a viabilidade de cepas de quatro
espécies dermatófitos, oriundos de cães e gatos, estocadas em períodos diferentes, em
diversos métodos de estocagem.
Material e Métodos
Microorganismos. Foram analisados os estoques de 172 cepas de dermatófitos
isolados de cães e gatos, sendo: 142 cepas de Microsporum canis, 10 cepas de
Microsporum gypseum, 16 cepas de Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes,
e 4 cepas de Trichophyton tonsurans. As cepas foram estocadas em períodos diferentes
de março/2002 (38 meses) a maio/2004 (12 meses) na micoteca do Centro
Especializado em Micologia Médica, Faculdade de Medicina, Universidade Federal do
Ceará, Brasil.
62
Métodos de estocagem. Dentre as 172 cepas de dermatófitos estocadas na
micoteca do CEMM, 57 se encontravam em ágar batata incubado em freezer a -20º C
acrescido de DMSO 10%, 24 em ágar batata incubado em freezer a -20º C acrescido de
glicerol 100%, 15 em ágar batata incubado em freezer a -20º C sem adição de
crioprotetores, e 76 cepas de dermatófitos estavam mantidas em solução salina acrescida
de óleo mineral mantidas em temperatura ambiente (25º C).
Recuperação das cepas. As cepas, de cada um de seus diferentes estoques,
tiveram um fragmento da colônia repicado para tubos contendo 2ml de BHI em caldo e
incubados em temperatura ambiente (25º C). Os tubos foram observados diariamente
por um período de até 10 dias, a fim de verificar o crescimento do micélio. Após esse
período as cepas foram o transferidas para tubos contendo ágar batata onde foi
confirmada a viabilidade das cepas.
Resultados
Das 172 cepas de dermatófitos de origem animal estocadas em períodos
diferentes de março/2002 (38 meses) a maio/2004 (12 meses), nos estoques ágar batata
incubado em freezer a -20º C acrescido de DMSO 10%, ágar batata incubado em freezer
a -20º C acrescido de glicerol 100%, ágar batata incubado em freezer a -20º C sem
adição de crioprotetores, e solução salina acrescida de óleo mineral mantidas em
temperatura ambiente (25º C), apenas 68 cepas apresentaram-se viáveis durante o
processo de recuperação (tabela 1).
Foram realizadas observações diárias para verificar o crescimento de micélio nos
tubos contendo BHI. Os resultados encontrados demonstram que a partir do 7º dia de
observação dos tubos as cepas que não apresentaram crescimento fúngico visível nos
tubos contendo BHI foram consideradas não viáveis; este resultado pode ser confirmado
através da do repique do material em BHI para tubos contendo ágar batata.
Das 57 cepas do estoque com DMSO 10% apenas 7 (12,28%) apresentaram-se
viáveis. Foram analisadas 52 (91,23%) cepas de M. canis, das quais 3 (5,77%) cepas se
apresentaram viáveis e 49 (94,23%) não cresceram. Foram analisadas 4 (7,02%) cepas
de T. mentagrophytes e todas estavam viáveis (100%). Apenas 1 (1,75%) cepa de M.
gypseum se encontrava nesse estoque e não cresceu (tabela 2).
63
Das 24 cepas do estoque com glicerol 100%, 17 (70,83%) cepas apresentaram-se
viáveis. Foram analisadas 17 (70,83%) cepas de M. canis, das quais 10 (58,82%) cepas
se apresentaram viáveis e 7 (41,18%) não cresceram. Foram analisadas 2 (8,33%) cepas
de T. mentagrophytes e todas estavam viáveis (100%). Foram analisadas 3 (12,5%)
cepas de M. gypseum e todas estavam viáveis (100%). Foram analisadas 2 (8,33%)
cepas de T. tonsurans e todas estavam viáveis (100%) (tabela 2).
Das 15 cepas do estoque em freezer a -20º C sem adição de crioprotetores
apenas 1 (6,67%) cresceu durante o processo de recuperação. Foram analisadas 12
(80%) cepas de M. canis, das quais 100% das cepas não se apresentaram viáveis. Foram
analisadas 2 (13,33%) cepas de T. mentagrophytes e 1 (50%) cresceu. Apenas 1 (6,67%)
cepa de M. gypseum se encontrava nesse estoque e não cresceu (tabela 2).
Das 76 cepas do estoque em salina a 25
o
C: 43 (56,58%) cresceram, 4 (5,26%)
não cresceram, e 29 (38,16%) contaminaram. Foram analisadas 61 (80,26%) cepas de
M. canis, das quais 31 (50,82%) se apresentaram viáveis, 4 (6,56%) não cresceram, e 26
(42,62%) estavam contaminadas. Foram analisadas 8 (10,53%) cepas de T.
mentagrophytes das quais 7 (87,5%) cresceram e 1 (12,5%) contaminou. Foram
analisadas 5 (6,58%) cepas de M. gypseum das quais 4 (80%) cresceram e 1 (20%)
contaminou. Foram analisadas 2 (2,63%) cepas de T. tonsurans das quais 1 (50%)
cresceu e 1 (50%) contaminou (tabela 2).
Para as cepas de M. canis os estoques em Glicerol 100% a -20º C e em Salina a
25º C obtiveram um maior percentual de viabilidade que os demais métodos de
estocagem analisados. Não houve diferença, estatisticamente significativa, na
comparação destes dois tipos de estoque (p=0,5949) Porém, no estoque em Salina a 25º
C o percentual de contaminação é maior do que no estoque em Glicerol 100%
(p=0,0004), assim como no estoque DMSO (p=0,0000) e no estoque sem crioprotetor
(p=0,0059). Para as demais cepas, devido ao reduzido tamanho amostral, não foi
possível realizar comparações.
Para facilitar a visualização destes dados, nos gráfico 1 e 2 encontram-se
demonstrados os resultados de viabilidade obtidos em BHI, de cada espécie de
dermatófito estudada em relação aos tipos de estoque em que elas se encontravam.
Os resultados de viabilidade encontrados em BHI, apresentam diferenças para
cada espécie em relação aos diferentes períodos de estocagem. Bem como em relação
aos métodos de estocagem (tabela 3).
64
As cepas de M. canis, no estoque DMSO 10%, que foram viáveis possuem um
tempo de estocagem inferior às que não foram viáveis (p=0,016). Ou seja, as cepas de
M. canis que se encontravam estocadas em DMSO 10% a menos tempo apresentaram
maior viabilidade que as cepas que estavem mantidas a mais tempo neste tipo de
estoque (tabela 3). No estoque Glicerol 100% (p=0,133), assim como no estoque salina
25% (p=0,708) essa diferença não foi estatisticamente significativa. As demais
comparações, devido ao reduzido tamanho amostral, não serão possíveis.
As cepas de M. canis, no estoque Salina 25º C, que foram viáveis, possuem um
tempo de estocagem superior às que contaminaram (p=0,002), porém a distribuição dos
tempos analisados indicam que existe algum outro fator interferindo na contaminação,
pois a maioria das cepas que cresceram possuem tempo de estocagem de 38 meses
(maior tempo observado) e muitos dos que contaminaram possuem tempo de estocagem
até 19 meses, havendo dois valores de maior concentração, em relação aos tempos de
estocagem das cepas com contaminação, em que ambos estão próximos aos extremos
dos tempos observados. Podendo ainda ser destacado o baixo índice de cepas não-
viáveis.
Para facilitar a visualização destes dados, no gráfico 3 encontram-se
demonstrados a distribuição de freqüência do tempo de estocagem (meses), em relação
à espécie, M. canis no tipo de estocagem Salina 25º C e resultados de viabilidade e
contaminação dessas cepas em BHI.
Disc ussão
Para avaliação da estocagem de cepas de dermatófitos de origem animal, foram
analisados os estoques de 172 cepas de dermatófitos isolados de cães e gatos, sendo:
142 cepas de Microsporum canis, 10 cepas de Microsporum gypseum, 16 cepas de
Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes e 4 cepas de Trichophyton
tonsurans. As cepas foram estocadas em períodos diferentes de março/2002 (38 meses)
a maio/2004 (12 meses) na micoteca do CEMM em ágar batata incubado em freezer a -
20º C acrescido de DMSO 10%, ágar batata incubado em freezer a -20º C acrescido de
glicerol 100%, ágar batata incubado em freezer a -20º C sem adição de crioprotetores, e
em solução salina acrescida de óleo mineral mantidas em temperatura ambiente (25º C).
Poucas são as fontes literárias à disposição para comparação e aprofundamento
de métodos de estocagem em microorganismos, mais raro ainda em se tratando de
65
fungos. Técnicas antigas e convencionais como estocagem em solo ou em solução
salina, ou, técnicas mais modernas como a crioconservação com diferentes substâncias
também mostram uma disparidade muito grande já que os fungos utilizados são muito
variados, bem como as substâncias crioconservadoras, temperaturas e protocolos de
estocagem (Bueno & Gallardo 1998).
É importante, contudo, ressaltar a necessidade de pesquisas mais especializadas,
incluindo a avaliação dos perfis genéticos ao longo da estocagem, tendo em vista que
algumas alterações ou mutações genéticas podem ocorrer devido ao estresse de
estocagem ao qual as cepas são submetidas sem que as mesmas sejam expressadas em
modificações fenotípicas aparentes, mas em padrões outros de avaliação das células
fúngicas.
Os resultados deste estudo indicam as cepas de dermatófitos das espécies M.
gypseum, T. mentagrophytes var. mentagrophytes e T. tonsurans, podem ser mantidas
por períodos de até 38 meses em freezer a -20º C, bem como em salina acrescida de
óleo mineral a 25º C. Dados de literatura indicam que essas espécies de dermatófitos
podem manter-se satisfatoriamente viáveis por períodos de até 10 anos em diferentes
métodos de preservação, demostrando que esses fungos quando manipulados
adequadamente resistem à estocagem (Deshmukh 2003).
A criopreservação é a técnica preferida em muitos bancos de microorganismos,
pois as culturas mantêm a estabilidde por longos períodos devido a diminuição da
atividade metabólica que ocorre nesta temperatura (Smith & Ryan 2003). Todos os
organismos vivos possuem habilidade de responder às modificações de temperatura
ambiental e de enfrentar as novas condições térmicas (Grob 1999).
A estocagem de cepas em ágar batata a -20º C ou -70º C pode ser feita com ou
sem adição de crioprotetores. Entretanto, é descrito que a presença de um agente
crioprotetor adequado aumenta a sobrevivência da célula consideravelmente (Hubálek
2003).
Em relação ao M. canis, observou-se uma menor taxa de viabilidade que as
demais espécies supracitadas, sendo os melhores resultados obtidos nos estoques em
ágar batata acrescido de glicerol 100% a -20º C e em salina a 25º C. Um estudo
realizado em nossa região utilizando cepas de M. canis analisou o comportamento desse
dermatófito em ágar batata a – 20 ºC; ágar batata acrescido de dimetil-sulfóxido
(DMSO; 10%) a – 20 ºC; ágar batata acrescido de glicerol (10%) a – 20 ºC; salina com
óleo mineral a 25 ºC; salina a 25 ºC. Os resultados encontrados mostraram uma variação
66
no percentual de viabilidade das cepas de M. canis dependendo do método de
estocagem a que ele foi submetido, tendo inclusive obtendo taxa de 100% de morte de
cepas de M. canis quando estocadas em agar batata acrescido de glicerol 10% por um
período de 9 meses (Brilhante et al. 2004).
Ainda em relação ao estudo realizado por Brilhante et al. (2004), as cepas de M.
canis estocadas em agar batata acrescido de DMSO 10% obtiveram boa recuperação
após nove meses de estocagem. Em nossa pesquisa encontramos que após 12 meses de
estocagem neste mesmo método de estoque as cepas de M. canis não apresentaram
viabilidade, indicando que o fator tempo deve ser levado em consideração quando da
escolha de um método para estocagem de cepas de M. canis.
No estoque salina a 25º C observou-se uma grande taxa de contaminação. As
cepas de M. canis, neste estoque, que se encontravam contaminadas, apresentaram-se
distribuídas ao longo de todo o período (12-38 meses). Estes dados demonstram não é o
tempo de estocagem e sim outros fatores que estão interferindo na eficácia dessa
técnica. Estudos demonstram que alguns grupos de fungos podem manter-se viáveis por
longos períodos quando estocados pelo método Castellani (Bueno & Gallardo 1998,
Brilhante et al. 2004). Esse é um método extremamente fácil e barato para a
preservação de diversas espécies fúngicas, e é bastante utilizado por não necessitar de
estrutura especial para sua realização (Taddei et al. 1999).
Apesar das facilidades da realização dessa técnica, o crescimento fúngico ocorre
lentamente podendo levar a mudanças morfofisiológicas, bem como, à deteriorização
das cepas, além da contaminação (Qiangqiang & Jiajun 1998).
Nossos resultados demonstram que, com exceão as cepas de M. canis, os
dermatófitos de origem animal podem ser preservados em diferentes métodos de
estocagem. Já as cepas de M. canis, ainda são necessários mais estudos a fim de que se
possa recomendar um método ideal para sua preservação por longos períodos. Portanto,
recomenda-se que cada isolado seja mantido em pelo menos dois métodos de estocagem
a fim de garantir uma boa taxa de recuperação dessas cepas, ágar batata acrescido de
glicerol 100% a -20ºC e em solução salina acrescida de óleo mineral mantidas a 25º.
67
Referências Bibliográfica s
Brilhante RSN, Cavalcante CSP, Soares-Júnior, FA, Monteiro AJ, Brito EHS,
Cordeiro RA, Sidrim JJC, Rocha MFG 2004. Evaluation of Microsporum canis in
different methods of storage. Med Mycol 42: 499-504.
Bueno L, Gallardo R 1998. Preservación de hongos filamentosos en agua destilada
estéril. Revista Iberoamericana de Micologia 15:166-168.
Deshmukh SK 2003. The maintenance and preservation of keratinophilic fungi and
related dermatophytes. Mycoses, 46: 203-207.
Doan CH and Davidson PM 2000. Microbiology of potatoes and potato products: a
review. J Food Prot 63(5): 668-683.
Espinel- Ingroff A, Monteiro D, Martin-Mazuelos E 2004. Long term preservation of
fungal isolates in commercially prepared cryogenic microbank vials. J Clin Microbiol
42: 1257-1259.
Girão MD, Prado, MR, Brilhante RSN, Cordeiro RA, Monteiro AJ, Sidrim JJC, Rocha
MFG 2004. Viabilidade de cepas de Malassezia pachydermatis mantidas em diferentes
métodos de conservação. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, 37(3):
229-233.
Grob M 1999. La parade cellulaire aux variations thermiques. La Recherche, 317: 82–
86.
Hubálek Z 2003. Protectants used in the cryopreservation of microorganisms.
Cryobiology, Review. 46: 205–229.
Knasmmüller S, Parzefall W, Helma C, Kassier F, Ecker S, Schulte HR 1997. Toxic
effects of griseofulvin: disease models, mechanisms, and risk assentment. Crit Ver
Toxicol 27: 495-537..
68
Millanta F, Pedonese F, Mancianti F 2000. Relationship between in vivo and in vitro
activity of terbinafine against Microsporum canis infection in cats. J Mycol Méd. 10:
30-33.
Quiangqiang Z, Jiajun W 1998. Storage of fungi usuing sterile distilled water or
lyophilization: comparison after 12 years. Micoses 41: 255-257.
Silva AMM, Borba CM, Oliveira PC 1994. Viability and morphological alterations of
Paracoccidioides brasiliensis strains preserved under mineral oil for long periods of
time. Mycoses 37:165-169.
Smith D and Ryan MJ 2003. Current status of fungal collections and their role in
biotechnology In: Handbook of fungal biotechnology Ed) pp 527-538. Marcel Dekker,
New York
Taddei A, Milagros MT, Capriles CH 1999. Viability studies on actinomycetes.
Mycopathologia 143:161-164.
69
Tabela 1. Descrição dos resultados da viabilidade das cepas de dermatófitos em BHI e
em ágar-batata
Resultado em BHI Resultado em ágar-batata Total
Viável Não-viável Contaminou
Cresceu em 5 dias 39 -- -- 39
Cresceu até 7 dias 29 -- -- 29
Não cresceu até 7 dias -- 71 4 75
Contaminou -- -- 29 29
Total 68 71 33 172
Tabela 2. Resultado em BHI, em relação às espécies e ao tipo de estoque
Espécie Tipo de estoque Resultado em BHI no sétimo dia Total
cresceu não cresceu contaminou
M.canis DMSO 10% 3 49 -- 52
Sem crioprotetor -- 12 -- 12
Glicerol 100% 10 7 -- 17
Salina 25º C 31 4 26 61
Total 44 72 26 142
T.mentagrophytes DMSO 10% 4 -- -- 4
Sem crioprotetor 1 1 -- 2
Glicerol 100% 2 -- -- 2
Salina 25º C 7 -- 1 8
Total 14 1 1 16
M.gypseum DMSO 10% -- 1 -- 1
Sem crioprotetor -- 1 -- 1
Glicerol 100% 3 -- -- 3
Salina 25º C 4 -- 1 5
Total 7 2 1 10
T.tonsurans Glicerol 100% 2 -- -- 2
Salina 25º C 1 -- 1 2
Total 3 -- 1 4
OBS: DMSO 10%, Sem crioprotetor, Glicerol 100%: estoques à -20º C. Salina: estoque
à 25º C.
70
Gráfico 1. Resultado em BHI, do M. canis e M.gypseum em relação ao tipo de estoque
M.canis
M.gypseum
0
10
20
30
40
50
60
70
DMSO 10% Sem crioprotetor Glicerol 100% Salina 25%
tipo de estoque
freqüência de observações.
contaminou
não cresceu
cresceu
0
1
2
3
4
5
6
DMSO 10% Sem crioprotetor Glicerol 100% Salina 25%
tipo de estoque
freqüência de observações.
contaminou
não cresceu
cresceu
71
Gráfico 2. Resultado em BHI, do T.mentagrophytes e T.tonsurans em relação ao tipo de
estoque
T.mentagrophytes
T.tonsurans
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
DMSO 10% Sem crioprotetor Glicerol 100% Salina 25%
tipo de estoque
freqüência de observações.
contaminou
72
Tabela 3. Estatísticas do tempo de estocagem (meses), em relação às espécies, ao tipo
de estoque e resultado observado no sétimo dia em BHI
Espécie Tipo de estoque Resultado n
o
de cepas
média do tempo
de estocagem
desvio-
padrão
M.canis DMSO 10% cresceu 3 18 8,96
Não cresceu 49 32 6,85
Sem crioprotetor Não cresceu 12 34 0,39
Glicerol 100% cresceu 10 14 3,12
Não cresceu 7 12 0,53
Salina 25% cresceu 31 31 10,22
Não cresceu 4 32 6,93
contaminou 26 22 10,81
T.mentagrophytes DMSO 10% cresceu 4 25 8,62
Sem crioprotetor cresceu 1 32 --
Não cresceu 1 22 --
Glicerol 100% cresceu 2 16 4,95
Salina 25% cresceu 7 23 8,69
contaminou 1 22 --
M.gypseum DMSO 10% Não cresceu 1 34 --
Sem crioprotetor Não cresceu 1 35 --
Glicerol 100% cresceu 3 15 3,46
Salina 25% cresceu 4 20 9,91
contaminou 1 32 --
T.tonsurans Glicerol 100% cresceu 2 12 0,71
Salina 25% cresceu 1 13 --
contaminou 1 12 --
73
Gráfico 3. Distribuição de freqüência do tempo de estocagem (meses), em relação à
espécie, M. canis no tipo de estocagem Salina 25% e resultado observado dia em BHI
0
2
4
6
8
10
12
14
16
74
Ane xo II
UNIVERSIDADE ES TADU AL DO CEARÁ – UECE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VET ERINÁR IAS – PPGCV
UNIVERSIDADE F EDERAL DO CEARÁ – UFC
CENTRO ESPECIAL I ZADO EM M ICOLOGIA M ÉDICA – CEMM
Nome do animal: __________________ Nº Identificação CEMM: ________________
Proprietário: ___________________________________ Telefone: ________________
Veterinário responsável: _________________________ Celular: __________________
Clínica Veterinária: ___________________________ Telefone: ________________
DADOS EPIDEMIOLÓGICOS:
Idade: _______________Raça: ___________________ Pelagem: ____________________________
SexoMasc Fem Mora em Casa Aptº Contato com Areia Gatos Cães
Saudável ou Apresenta alguma patologia Banho Clínica Domicílio
Patologia oftálmica Olho esquerdo Olho direito Qual ?: ___________________________
Patologia dermatológica Não Sim Alopecia Prurido Eritema Pústula
Crostas Hiperqueratose Lesão: Seca Úmida Hiperpigmentada
Presença de otite?: Esquerda Direita Prurido Dor Eritema Secreção purulenta
Evolução da patologia: Aguda Crônica Tempo de evolução: ____________________________
Já apresentou algum tipo de lesão dermatológica? Qual foi o diagnóstico e a conduta terapêutica?
______________________________________________________________________
Presença de outra patologia concomitante? ___________________________________________
Qual? _____________________________________________________________________
Medicação em uso?___________ Qual?: ________________________________________________
_________________________________________________________________________________
Data da colheita: ______ / ______ / ______Suspeita Clínica: ________________________________
Obs:
_________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________
75
Observações:
Preenc himento exclusivo do CEMM :
Saudável Otite E Otite D Pat. Oft. E Pat. Oft. D
Dermatite
Coleta?
Exame direto
Região anatômica
SIM NÃO 0 1-10 >10
Cultura / Espécie isolada
Olho esquerdo
Olho direito
Ouvido esquerdo
Ouvido direito
Lesão Pele
Axila Esquerda
Inguinal Esquerda
Localizar a lesão dermatológica nos desenhos abaixo:
76
ANEX O III
Ficha de Identificação de dermatófitos
Nome Animal: Proprietário:
Data de entrada: ID do paciente: N° de coleção: CEMM
Macromorfologia das colônias
Relevo:
ApicuIado Crateriforrne Rugoso Cerebriforme
Textura:
Gabrosa Algodonosa Veludosa Furfurácea Penugenta Arenosa
Pigmento: Difusível Não difusíveI
Coloração ________________________ Coloração reverso _________________________
Micromorfologia (observado em 10 campos do bordo de crescimento; objetiva de 40X):
Macroconídio O 1-5 5-10 >50
Microconídio O 1-10 10-50 >50
Hifa estéril
Estruturas de ornamentação: Clarnidoconidio Hifa pectinada Hifa em espiral
Hifa em raquete Candelabro Cabeça de prego Órgão nodular
Testes nutricionais
T1 0 +1 +2 +3 +4
T2 0 +1 +2 +3 +4
T3 0 +1 +2 +3 +4
T4 0 +1 +2 +3 +4
T5 0 +1 +2 +3 +4
T6 0 +1 +2 +3 +4
T7 0 +1 +2 +3 +4
Urease (em 7 dias): Positiva ( ) Negativa ( )
Perfuração do pêlo (em 40 dias): Positiva ( ) Negativa ( )
Espécie isolada:________________________________________________________________
Observações:
Término da identificação:
Identificador:
Data de envio para estoque:
Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
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