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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE MEDICINA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM MEDICINA: CIRURGIA
Márcia Vaz
AVALIAÇÃO DO TEMPO DE FIBROPLASIA EM TELA DE POLIPROPILENO NA
CORREÇÃO DE HÉRNIA INCISIONAL DA PAREDE ABDOMINAL: ESTUDO
EXPERIMENTAL EM RATOS
ORIENTADOR: Prof. Dr. Manoel Roberto Maciel Trindade
PORTO ALEGRE
2007
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Márcia Vaz
AVALIAÇÃO DO TEMPO DE FIBROPLASIA EM TELA DE POLIPROPILENO NA
CORREÇÃO DE HÉRNIA INCISIONAL DA PAREDE ABDOMINAL: ESTUDO
EXPERIMENTAL EM RATOS
Tese apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Medicina em Cirurgia da
Faculdade de Medicina da Universidade
Federal do Rio Grande do Sul – UFRGS
para obtenção do Título de Doutor em
Medicina: Cirurgia
ORIENTADOR: Prof. Dr. Manoel Roberto Maciel Trindade
PORTO ALEGRE
2007
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Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP)
V393a Vaz, Márcia
Avaliação do tempo de fibroplasia em tela de
polipropileno na correção de hérnia incisional : estudo
experimental em ratos / Márcia Vaz. – Porto Alegre, 2007.
79 f. : il.
Tese (Doutorado em Cirurgia) – Federal do Rio Grande
do Sul. Faculdade de Medicina. Programa de Pós-
Graduação em Medicina, Porto Alegre, 2007.
Orientador: Prof. Dr. Manoel Roberto Maciel Trindade.
1. Fibroplasia. 2. Colágeno. 3. Tela de polipropileno.
4. Parede Abdominal. I. Trindade, Manoel Roberto Maciel.
II. Título.
CDD 617.559
Bibliotecária Responsável
Iara Breda de Azeredo
CRB 10/1379
Márcia Vaz
AVALIAÇÃO DO TEMPO DE FIBROPLASIA EM TELA DE POLIPROPILENO NA
CORREÇÃO DE HÉRNIA INCISIONAL DA PAREDE ABDOMINAL: ESTUDO
EXPERIMENTAL EM RATOS
Tese apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Medicina em Cirurgia da
Faculdade de Medicina da Universidade
Federal do Rio Grande do Sul – UFRGS
para obtenção do Título de Doutor em
Medicina: Cirurgia
Aprovada pela Banca Examinadora
Porto Alegre, ___ de _______________ de 2007
_____________________________________________________
Orientador: Prof. Dr. Manoel Roberto Maciel Trindade, UFRGS
__________________________________________________
Prof. Dr. Amarilio Vieira de Macedo Neto, UFRGS
__________________________________________________
Prof. Dr. Armando José d’Acampora, UFSC
__________________________________________________
Prof. Dr. João Luiz Ellera Gomes, UFRGS
__________________________________________________
Profa. Dra. Maria de Lourdes Pessole Biondo-Simões, UFPR
DEDICATÓRIA
À minha mãe, Gertrudes, pelo exemplo de força, perseverança e integridade.
Ao meu pai, Hércio (in memoriam), pelo exemplo de luta e pelos
ensinamentos que me iluminam até hoje!
À minha família, que me forneceu a segurança para seguir em frente, sempre.
Ao Francisco Benfica, pela presença indispensável, paciência e apoio, que
tornaram o caminho mais fácil.
AGRADECIMENTO ESPECIAL
Ao Prof. Dr. Manoel Roberto Maciel Trindade, Chefe do Serviço de Cirurgia
do Aparelho Digestivo do Hospital de Clínicas de Porto Alegre e Professor Associado
do Departamento de Cirurgia da Faculdade de Medicina da Universidade Federal do
Rio Grande do Sul, orientador deste trabalho, por me incentivar a vencer desafios
desde o início da minha vida profissional, e que durante todos estes anos de
convivência, além de um grande MESTRE, tornou-se um inestimável AMIGO.
AGRADECIMENTOS
Ao Dr. Rodrigo Ketzer Krebs, colega com quem dividi a fase experimental
deste trabalho, pela dedicação e seriedade.
Aos funcionários do Centro de Reprodução e Experimentação de Animais de
Laboratório do Instituto de Ciências Básicas da Saúde – UFRGS, pelo
desprendimento, disponibilidade e colaboração na execução deste trabalho.
Ao doutorando Eduardo Neubarth Trindade, pelo auxílio durante a
organização do projeto de pesquisa.
À Profa. Dra. Luíse Meurer, pelos valiosos ensinamentos em patologia,
paciência e dedicação na realização do estudo histológico, da videomorfometria e
das fotomicrografias desta tese.
À Profa. Vânia Naomi Hirakata, estatística, que, com dedicação, me auxiliou
na análise estatística.
Com efeito, em última análise, é precisamente nas coisas mais
profundas e importantes que estamos indizivelmente sós, e
para que um possa aconselhar ou mesmo ajudar a outro, muito
deve acontecer; muitos sucessos favoráveis devem ocorrer;
toda uma constelação de eventos se deve reunir para que uma
única vez se alcance um resultado feliz.
Rainer Maria Rilke, 1903
(Cartas a um Jovem Poeta)
RESUMO
Objetivo: A proposta deste trabalho é avaliar o tempo de fibroplasia em tela de
polipropileno na correção de hérnias incisionais da parede abdominal, em ratos, por
meio da quantidade de colágeno, correlacionando-o com a resposta inflamatória
local. Métodos: Trinta e seis ratos machos da linhagem Wistar foram submetidos à
ressecção longitudinal de um segmento músculo-aponeurótico e peritoneal (3x2 cm)
da parede abdominal, seguida por reforço com tela de polipropileno, em forma de
ponte sobre a aponeurose. Os animais foram distribuídos em seis grupos, de acordo
com o tempo de fibroplasia a ser estudado (um, dois, três, sete, 21 e 30 dias de pós-
operatório). Após os prazos estabelecidos para estudo da fibroplasia, os animais
foram submetidos à eutanásia, e a área de fixação da tela de polipropileno foi
avaliada histologicamente quanto à reação inflamatória e à percentagem de
colágeno pela técnica videomorfométrica assistida por computador. Resultados: O
colágeno total foi identificado junto à tela no 3º dia pós-implante, apresentou
aumento progressivo na sua proporção em todos os dias subseqüentes até o 21º
dia, quando atingiu sua proporção máxima (p<0,001). A partir do dia 3, o colágeno III
sofreu um aumento progressivo até o dia 21, quando atingiu sua proporção máxima
(p<0,001), e no 30º dia apresentou uma redução significativa (p<0,001). O colágeno
tipo I surgiu entre o 7º e o 21º dia, apresentou sua máxima proporção no 21º dia e
manteve-se inalterado até o final do período de observação. A relação colágeno tipo
I/tipo III aumentou progressivamente até o 30º dia de observação (p<0,001). Os
neutrófilos foram identificados no 1º dia pós-implante, mantendo-se junto à tela até o
21º dia. Os macrófagos, gigantócitos e linfócitos foram identificados no 2º dia. Trinta
dias após a implantação da tela, desapareceram os neutrófilos e mantiveram-se
estáveis as proporções de macrófagos, gigantócitos e linfócitos (p<0,001).
Conclusões: Os resultados do presente estudo evidenciaram colágeno total no 3º dia
pós-implante, aumentando progressivamente até o 21º dia. O colágeno tipo III foi
observado no 3º dia, aumentou até o 21º dia, quando reduziu significativamente. O
colágeno tipo I surgiu entre o 7º e o 21º dia, e sua máxima proporção ocorreu no 21º
dia, atingindo um platô. A relação do colágeno tipo I/tipo III aumentou
progressivamente até o 30º dia, indicando maior proporção de colágeno tipo I ao
final do período. O prolongamento da resposta inflamatória da cicatrização e a
persistência do processo inflamatório crônico junto à tela não interferiram no tempo
da fibroplasia.
Palavras-chave: Fibroplasia. Colágeno. Tela de polipropileno. Parede abdominal.
ABSTRACT
Objective: This study assessed the amount of collagen and correlated it with local
inflammatory responses to evaluate the length of time required for fibroplasia when
polypropylene meshes are used to repair incisional abdominal wall hernias in rats.
Methods: Thirty-six male Wistar rats underwent longitudinal resection of a peritoneal
and musculoaponeurotic tissue segment (3x2 cm) of the abdominal wall followed by
defect reconstruction with polypropylene mesh bridging over aponeurosis. The
animals were divided into six groups according to the time points for the analysis of
fibroplasia: one, two, three, seven, 21 and 30 days post-implantation. Animals were
sacrificed at each time point, and the site where the polypropylene mesh was
implanted was evaluated histologically to assess inflammatory response and
percentage of collagen using computer-assisted video morphometry. Results: Total
collagen was found at the mesh site on the third post-implantation day, and increased
progressively on all subsequent days up to the 21
st
day, when it reached its highest
percentage (p<0.001). Type III collagen increased progressively from the 3
rd
to the
21
st
day, when it reached its greatest percentage (p<0.001); on the 30th day, it
decreased significantly (p>0.001). Type I collagen was first found between the 7
th
and 21
st
days, reached its greatest percentage on the 21
st
day and then remained
stable until the 30
th
day. The type I to type III collagen ratio increased significantly and
progressively up to the 30th day (p<0.001). Neutrophils were found at the mesh site
from the 1
st
to the 21
st
post-implantation day. Macrophages, giant cells and
lymphocytes were seen on the 2
nd
day. Thirty days after mesh implantation,
neutrophils disappeared, but the percentages of macrophages, giant cells and
lymphocytes remained stable (p<0.001). Conclusion: This study showed that total
collagen was fist seen on the 3
rd
day post-implantation, increased progressively up to
the 21
st
day. Type III collagen was first seen on the 3
rd
day, increased up to the 21
st
day, and then decreased significantly. Type I collagen was first seen between the 7
th
and 21
st
days and reached its greatest percentage on the 21
st
day, after which it
remained stable. The type I and type III collagen ratio progressively increased up to
the 30th day, indicating a greater percentage of type I collagen at the last
observational time point. The prolonged healing inflammatory response and the
persistence of chronic inflammation surrounding to the mesh did not affect the length
of time required for fibroplasia.
Key Words: Fibroplasia. Collagen. Polypropylene mesh. Abdominal wall.
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – Defeito músculo-aponeurótico ................................
................................
30
Figura 2 – Tela de polipropileno fixada ................................................................
..........
31
Figura 3 – Fotomicrografia de resposta inflamatória junto à tela de polipropileno
no dia 1. Coloração HE (200x). Seta, tela de polipropileno; N,
neutrófilos ................................................................
................................
37
Figura 4 – Fotomicrografia de resposta inflamatória junto à tela de polipropileno
no dia 2. Coloração HE (200x). Seta, macrófagos; Cavidade, tela de
polipropileno; N, neutrófilos ................................................................
...........
38
Figura 5 – Fotomicrografia de resposta inflamatória junto à tela de polipropileno
no dia 3. Coloração HE (200x). Seta, gigantócitos; M, macrófagos; L,
linfócitos; C, colágeno ................................................................
...................
38
Figura 6 – Fotomicrografia de resposta inflamatória junto à tela de polipropileno
no dia 7. Coloração HE (200x). Cavidade, tela de polipropileno; Seta,
gigantócitos; M, macrófagos; L, linfócitos ................................
......................
39
Figura 7 – Fotomicrografia de resposta inflamatória junto à tela de polipropileno
no dia 21. Coloração HE (200x). Cavidade (tela) rodeada por
gigantócitos (G); C, colágeno ................................................................
........
39
Figura 8 – Fotomicrografia de resposta inflamatória junto à tela de polipropileno
no dia 30. Coloração HE (200x). Cavidade (tela) rodeada por
gigantócitos (G) ................................................................
.............................
40
Figura 9 – Gráfico da evolução temporal das células inflamatórias e fibroplasia
na tela de polipropileno. Os valores estão expressos em escores para
macrófagos, gigantócitos e linfócitos, e em percentual para neutrófilos
e colágeno total ................................................................
.............................
40
Figura 10 – Fotomicrografia colágeno tipo I (área refringente vermelho-
alaranjado) e tipo III (área refringente verde) junto à tela de
polipropileno no dia 3. Coloração Picrosirius com luz polarizada
(200x). Cavidade, tela de polipropileno ................................
.......................
42
Figura 11 – Fotomicrografia colágeno tipo I (área refringente vermelho-
alaranjado) e tipo III (área refringente verde) junto à tela de
polipropileno no dia 7. Coloração Picrosirius com luz polarizada
(200x) ................................................................................................
..........
42
Figura 12 – Fotomicrografia colágeno tipo I (área refringente vermelho-
alaranjado) e tipo III (área refringente verde) junto à tela de
polipropileno no dia 21. Coloração Picrosirius com luz polarizada
(200x) ................................................................................................
..........
43
Figura 13 – Fotomicrografia colágeno tipo I (área refringente vermelho-
alaranjado) e tipo III (área refringente verde) junto à tela de
polipropileno no dia 30. Coloração Picrosirius com luz polarizada
(200x) ................................................................................................
..........
43
Figura 14 – Gráfico da evolução temporal das médias percentuais de colágeno
total, das frações de colágeno tipo I e tipo III e da relação das
médias percentuais dos colágenos tipo I/tipo III ................................
..........
44
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Resultado da avaliação microscópica da resposta inflamatória
...................
36
Tabela 2 – Médias percentuais de colágeno total e das frações de colágeno
tipo I e tipo III ................................................................
................................
41
LISTA DE ABREVIATURAS
C Colágeno
FGF Fator de crescimento dos fibroblastos
G Gigantócitos
L Linfócitos
M Macrófagos
N Neutrófilos
PDGF Fator de crescimento derivado das plaquetas
SPSS Statistical Package for Social Sciences
TGF Fator transformador do crescimento
UFRGS Universidade Federal do Rio Grande do Sul
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ................................................................
................................
16
2 OBJETIVOS ................................................................................................
...................
18
3 LITERATURA ................................................................
................................
19
3.1 DEFEITOS DA PAREDE ABDOMINAL ................................
................................
19
3.2 TELA DE POLIPROPILENO ................................................................
...........................
21
3.3 CICATRIZAÇÃO DE FERIDAS ................................................................
.......................
23
4 MÉTODO ................................................................................................
........................
29
4.1 DELINEAMENTO................................................................
................................
29
4.2 AMOSTRA ................................................................................................
......................
29
4.3 PROCEDIMENTOS ................................................................
................................
29
4.4 TÉCNICAS DE COLORAÇÃO................................................................
.........................
32
4.5 TÉCNICA VIDEOMORFOMÉTRICA ................................
................................
33
4.6 ANÁLISE ESTATÍSTICA ................................................................
................................
34
4.7 ASPECTOS ÉTICOS ................................................................
................................
34
5 RESULTADOS ................................................................
................................
36
6 DISCUSSÃO ................................................................................................
...................
45
7 CONCLUSÕES ................................................................
................................
49
REFERÊNCIAS ................................................................
................................
50
APÊNDICE A – CÁLCULOS ESTATÍSTICOS ................................
...............................
56
ANEXO A – RESOLUÇÃO DA COMISSÃO CIENTÍFICA E COMISSÃO
DE PESQUISA E ÉTICA EM SAÚDE ................................
................................
57
16
1 INTRODUÇÃO
A reparação de grandes hérnias da parede abdominal sempre se constituiu
em um desafio para os cirurgiões. No final dos anos cinqüenta, a introdução da tela
de polietileno por Usher et al.
(1,2)
foi um grande passo no tratamento definitivo das
hérnias e levou a uma redução significativa no índice de recidivas
(3-6)
. As
características da tela de polipropileno incluem algumas das propriedades
necessárias para os biomateriais descritos por Cumberland
(7)
e Scales
(8)
.
Atualmente, existem disponíveis vários materiais sintéticos, no entanto a tela
de polipropileno, sem dúvida, é a mais amplamente utilizada e a com maior
experiência registrada
(9-11)
. Essas telas apresentam como principais características o
fato de serem inertes na presença de infecção, de manterem a resistência tênsil da
parede abdominal e de possuírem excelente capacidade de integração
(5,12)
, além de
terem um baixo custo, de serem maleáveis e de já terem sido experimentadas
durante anos.
Na literatura existem inúmeros trabalhos avaliando a reação do organismo à
presença da tela de polipropileno, que é amplamente utilizada na correção dos
defeitos da parede abdominal das mais diversas etiologias. A maioria desses
trabalhos busca avaliar o índice de recidiva, de infecção, de resposta inflamatória e a
presença de aderências associadas ao uso dos diferentes tipos de tela disponíveis
atualmente no mercado
(11,13,14)
.
Tem sido descrito na literatura que a tela de polipropileno torna-se envolta
especialmente por tecido fibrótico denso
(13)
e que a indução da fibrose é resultado de
reação local à lesão tecidual e à tela utilizada. O processo de fibroplasia consiste em
uma seqüência harmônica e coordenada de eventos celulares e moleculares, que
interagem para promover a reparação e a reconstituição do tecido lesado
(15-20)
. Sua
extensão depende do grau e da atividade inflamatória, uma das fases do processo
de cicatrização
(21-23)
, e é uma pré-condição para a reconstrução de uma parede
abdominal mecanicamente estável
(24)
. O reforço da parede abdominal com tela de
polipropileno ocorre pelo aumento da força de resistência da própria prótese e como
resultado da reação fibrosa induzida pela tela. A bio-integração resulta da infiltração
das células inflamatórias e da deposição do tecido conjuntivo
(25)
.
17
Apesar de a tela de polipropileno ser amplamente utilizada na correção dos
defeitos da parede abdominal, de haver estudos comparando a resposta do
hospedeiro quanto ao tipo de tela utilizada ou à idade do hospedeiro, ainda não
existem dados disponíveis quanto ao tempo da fibroplasia na tela e,
conseqüentemente, do comportamento da cicatriz aponeurótica na incorporação da
tela de polipropileno, da qual dependem a resistência e a integridade da parede
abdominal.
18
2 OBJETIVOS
GERAL:
Avaliar o tempo de aparecimento de colágeno associado ao uso da tela de
polipropileno.
ESPECÍFICOS:
Determinar a quantidade de colágeno total e colágeno tipo I e tipo III na tela
de polipropileno em diferentes momentos do processo de fibroplasia.
Correlacionar a fibroplasia nos diferentes tempos avaliados com a resposta
inflamatória local.
19
3 LITERATURA
3.1 DEFEITOS DA PAREDE ABDOMINAL
Os defeitos músculo-aponeuróticos da parede abdominal são a doença
cirúrgica mais freqüente, com uma incidência acima de 10% na população em
geral
(26)
. O mecanismo fundamental da formação das hérnias é a perda da
integridade mecânica dos tecidos da parede abdominal, fundamentalmente por
alterações na estrutura molecular ou celular. A hérnia abdominal é uma doença
heterogênea, em que uma população de pacientes expressa um defeito, genético ou
sistêmico, na matriz extracelular, levando à formação das hérnias primárias,
enquanto outro grupo de pacientes adquire o defeito na parede por uma falha na
cicatrização em uma cirurgia prévia, formando-se as hérnias secundárias
(27)
.
Embora as hérnias da parede abdominal sejam uma afecção comum e o seu
reparo seja uma das cirurgias mais freqüentemente realizadas, um entendimento
profundo do papel do colágeno no desenvolvimento e na recorrência desta doença
ainda é escasso. A prevalência da hérnia inguinal aumenta constantemente após os
15 anos de idade. Sua incidência cumulativa atinge 46% dos homens e 13% das
mulheres até os 80 anos de idade. Para as hérnias da parede abdominal apenas,
excluindo-se as hérnias inguinais, e incluindo-se especialmente as hérnias
incisionais, a prevalência independe do gênero, sendo muito semelhante entre
homens e mulheres
(28)
. A hérnia incisional é uma das complicações mais comuns
após uma laparotomia, e estudos prospectivos relatam que 11 a 23% de todas as
incisões da linha média irão resultar em hérnia incisional
(29-31)
.
Vários fatores têm sido implicados no desenvolvimento das hérnias primárias
da parede abdominal. Atualmente, o centro das atenções, com referência ao
desenvolvimento de hérnias, voltou-se para as alterações da matriz extracelular, seu
maior componente – o colágeno – e as metaloproteinases, enzimas remodeladoras
da matriz. O colágeno representa a proteína quantitativamente mais abundante no
corpo e é a escleroproteína mais importante da matriz extracelular. Nas primeiras
fases do processo de reparação de uma ferida, a formação tecidual é caracterizada
pela fibroplasia, neovascularização, migração e produção da matriz extracelular. As
20
fases finais da reparação da ferida são caracterizadas pela remodelação da matriz,
com a transformação do tecido de granulação inicial em tecido conjuntivo
(27,28,32-42)
.
O colágeno, a principal proteína da matriz extracelular, é responsável pela força
tênsil dos tecidos. A qualidade do tecido conjuntivo é determinada principalmente
pela quantidade e proporção de colágeno tipo I e tipo III sintetizados e depositados.
Em particular, o colágeno maduro, tipo I, encontrado em feixes densos do tecido
conjuntivo, é responsável pela resistência tecidual. Em contraste, as fibras de
colágeno tipo III são menores em diâmetro e são vistas como o colágeno imaturo,
encontrado predominantemente em cicatrizes jovens. Uma redução da proporção de
colágeno tipo I/tipo III reduz a estabilidade mecânica do tecido conjuntivo
(43)
. Logo,
defeitos no metabolismo do colágeno resultam em alterações da quantidade relativa
dos vários tipos de colágeno, afetando a formação das fibrilas, seus tamanhos e o
seu de grau de ligação. A diminuição da relação entre colágeno tipo I e tipo III
corresponde à redução da firmeza do tecido, pois o colágeno tipo III fornece menos
resistência. Existem fortes evidências de que esta alteração está associada à
fraqueza mecânica do tecido de cicatrização, pois o colágeno tipo III é
caracteristicamente abundante nos primeiros dias da cicatrização da ferida, sendo
subseqüentemente substituído pelo colágeno tipo I. Assim, pacientes com
metabolismo defeituoso do colágeno têm um risco aumentado para hérnia, uma vez
que apresentam capacidades mecânicas inferiores do tecido conjuntivo
(28,38)
. Vários
autores têm descrito alterações na matriz extracelular, especialmente relacionadas à
formação do colágeno em pacientes com hérnias
(28,32,35-42,44)
.
Existe uma incidência cumulativa de reoperações por hérnias incisionais, que
mesmo o uso de telas não alterou significativamente, mas apenas retardou a
recorrência em dois a três anos
(6,28)
. As alterações no metabolismo do colágeno e a
existência das hérnias da parede abdominal
(28,32,37-42)
explicariam, de certa forma,
por que a taxa de cirurgias para hérnias recorrentes, na maioria dos países,
permanece constante apesar de todos os progressos nas técnicas cirúrgicas
(28)
. De
todos os estudos publicados de 1957 a 2001, embora poucos fossem ensaios
clínicos randomizados, os índices de recidiva para a correção da hérnia incisional
sem uso da tela eram de até 49%, e com uso da tela, de até 10%
(26,29-31,42)
. Já
estudos randomizados encontraram altos índices de recorrência, de até 32% após o
reparo com uso de tela e de até 63% sem o seu uso
(29-31)
.
21
A valorização dessa alteração metabólica e da falha do processo de
cicatrização da ferida, como razões subjacentes para o surgimento e a recorrência
das hérnias da parede abdominal, permite entender por que a simples síntese do
defeito herniário resulta em falha do tratamento e em recidiva
(28)
. Se um defeito
primário existe na matriz extracelular ou em outro tecido que predispõe a formação
de uma hérnia primária, é razoável assumir que o mesmo defeito pode se expressar
durante a cicatrização de feridas operatórias
(27)
. Assim, o uso da tela é obrigatório e,
como conseqüência do defeito no metabolismo do colágeno, pode-se concluir que a
tela deve ser permanente, que toda a cicatriz deve ser reforçada pela prótese e que
a extensão da sobreposição da tela é o principal fator a determinar o risco de
recidiva
(28)
.
Cirurgiões em todo o mundo concordam que se deve entender a hérnia
abdominal como uma doença do tecido conjuntivo, que pode ser tratada em muito
poucos pacientes pela simples síntese, e que, na maioria dos pacientes, deve ser
tratada com a colocação de uma tela
(26,42)
.
3.2 TELA DE POLIPROPILENO
Para os cirurgiões, a reparação dos grandes defeitos da parede abdominal
sempre se constituiu em um desafio. A introdução da tela de polipropileno por Usher
et al.
(1,2)
, no século passado, foi um grande passo no tratamento definitivo das
hérnias e levou à redução significativa do índice de recidivas
(3-6)
. As propriedades
necessárias ao biomaterial ideal incluem: a) não ser modificado fisicamente pelos
fluidos teciduais; b) ser quimicamente inerte, não potencializando infecção ou
retardando o processo de cicatrização; c) não causar reação inflamatória ou de
corpo estranho no tecido hospedeiro; d) não ser carcinogênico; e) não promover um
estado de alergia ou hipersensibilidade; f) ser capaz de resistir ao estresse
mecânico; g) permitir a fabricação ou obtenção da forma e tamanho desejados com
facilidade e baixo custo; h) poder ser esterilizado; e i) ser incorporado pelo tecido
hospedeiro
(7,8,45)
. Poucos são os materiais que apresentam todas essas
propriedades, embora atualmente existam vários materiais sintéticos disponíveis,
supostamente com essas características, que estão sendo constantemente
22
avaliados. No entanto, a tela de polipropileno continua sendo o biomaterial mais
amplamente utilizado e com maior casuística
(9-11)
, constituindo-se, na maioria dos
trabalhos publicados, o padrão-ouro.
As principais características da tela de polipropileno são: ser inerte na
presença de infecção, manter a resistência tênsil e possuir excelente capacidade de
integração
(5,12)
. A tela de polipropileno é usada em diferentes situações, para reforço
ou substituição da parede abdominal, em cirurgias eletivas ou de emergência. Desde
os resultados preliminares de Usher, com uso da tela de polipropileno, inúmeros
resultados da experiência clínica e experimental mundial estão disponíveis tanto em
cirurgias abertas como videolaparoscópicas
(3,5,6,11,25,46-49)
.
A tela deve ser flexível, mesmo quando integrada à parede abdominal pelo
tecido cicatricial. A reação de corpo estranho constitui-se em problema específico no
reparo com uso da tela e é muitas vezes subestimado. Essa reação varia entre os
indivíduos, e é dependente da quantidade e da estrutura da tela. Devido ao elevado
número de telas colocadas a cada ano na correção de defeitos da parede
abdominal, mais de um milhão em todo o mundo, e à sua permanência por longos
períodos de tempo junto aos tecidos, não devem existir dúvidas quanto à segurança
desses materiais. O uso corrente de biomateriais no reparo de hérnias representa
um grande avanço no tratamento dessa doença, mas novas telas ainda são
pesquisadas e, sem dúvida, os resultados dependem de um melhor entendimento da
reação de corpo estranho que se desenvolve no hospedeiro
(6,50)
.
Atualmente, sabe-se que a maioria das complicações relacionadas ao uso da
tela de polipropileno descritas na literatura está relacionada a erros técnicos no
posicionamento da tela e na fixação da tela com fios multifilamentares inabsorvíveis
(9,24,51)
.
A tela de polipropileno é a prótese mais comumente utilizada nas cirurgias das
hérnias da parede abdominal, pois preserva suas propriedades químicas e sua
integridade mecânica por anos, além de fortalecer a parede abdominal pela indução
da resposta inflamatória do tipo corpo estranho, resultando em uma área cicatricial
forte e tornando-se totalmente integrada à parede abdominal
(22,24)
. A tela de
polipropileno, bem como os diferentes tipos de telas disponíveis no mercado, tem
sido amplamente avaliada por vários trabalhos experimentais e clínicos, que as
comparam quanto às alterações macroscópicas relacionadas a infecções,
aderências e recidivas, bem como quanto às alterações microscópicas,
especialmente a resposta inflamatória e a fibrose
(11,13,14,22)
. Esses estudos
23
comprovam a segurança e a eficácia do uso da tela de polipropileno
(52)
. No entanto,
existem poucas evidências sobre a resposta biológica relacionada especificamente à
tela de polipropileno
(53)
, incluindo-se aí o tempo de fibroplasia.
3.3 CICATRIZAÇÃO DE FERIDAS
A maioria das evidências sustenta que as hérnias inguinais recorrentes
ocorrem devido à falha da cicatrização da ferida operatória, como também é o caso
das hérnias incisionais e de suas recidivas
(27)
.
Após uma lesão tecidual, independente de sua natureza, o processo de
cicatrização é essencial para que se recupere a integridade corporal
(20,21,23)
. A
cicatrização constitui-se em uma seqüência complexa de eventos celulares e
bioquímicos orquestrados, com o objetivo de restaurar a integridade tecidual após
a lesão
(15-20,27)
. A participação das células imunológicas na cicatrização da ferida
é conhecida há muito tempo, com a sucessiva migração de neutrófilos,
macrófagos e linfócitos para o interior da ferida. Hoje, está claro que essas
células, além de seu papel no processo inflamatório e na defesa do organismo,
são essenciais na regulação do processo de cicatrização das feridas por meio da
secreção de moléculas sinalizadoras, como as citocinas, linfocinas e fatores de
crescimento
(18)
.
As fases clássicas da cicatrização de uma ferida – inflamação, proliferação,
deposição de tecido conjuntivo e remodelagem – foram descritas para as feridas
cutâneas e constituem a base para a compreensão do processo de reparo tecidual.
Essas fases de cicatrização se aplicam a uma ampla variedade de tecidos e
órgãos
(27,54)
.
Didaticamente, o processo de cicatrização das feridas pode ser dividido em:
a) hemostasia e inflamação, b) proliferação ou fibroplasia e c) maturação ou
remodelagem
(15,17,19,23)
. Cada uma delas é controlada e regulada por substâncias
biologicamente ativas, denominadas fatores de crescimento, os quais são
polipeptídios que controlam o crescimento, a diferenciação e o metabolismo das
células
(23)
.
24
Quando os tecidos são lesados, o sangue entra em contato com o colágeno
e outros fatores teciduais, que iniciam a resposta hemostática. As plaquetas,
expostas ao colágeno presente na parede dos vasos sangüíneos lesados, liberam
substâncias vasoativas, que produzem vasoconstrição, e uma ampla variedade de
substâncias quimiotáxicas e fatores de crescimento presentes nos seus grânulos.
Quando as plaquetas ativadas agregam-se, dão início à cascata da coagulação,
que, ao final, resulta na formação e polimerização da fibrina. A formação do
coágulo de fibrina ocorre com o objetivo de aproximar as margens da ferida e
oferecer substrato para a ação da fibronectina, que servirá como matriz provisória
para as demais células atraídas pela lesão tecidual
(15,17,19,21,23)
. As plaquetas,
essenciais para o início do processo de cicatrização, são fonte importante de
fatores de crescimento, incluindo o fator de crescimento derivado das plaquetas
(PDGF), fator de crescimento dos fibroblastos (FGF) e o fator transformador do
crescimento (TGF), os quais atraem quimicamente neutrófilos, macrófagos,
fibroblastos e células endoteliais. Os fatores de crescimento que agem localmente
são produzidos pelas plaquetas, nas primeiras 48 horas após um ferimento, e daí
em diante, principalmente, pelos macrófagos
(23)
.
A fase inflamatória é essencial à cicatrização, ocorrendo nesse período um
aumento na permeabilidade dos vasos, quimiotaxia das células sangüíneas para a
ferida, liberação de mediadores químicos, citocinas e fatores de crescimento no local
da ferida
(15,17,19)
. Durante a fase inflamatória, predominam neutrófilos, macrófagos e
linfócitos; a contribuição de cada tipo celular para o sucesso da cicatrização, no
entanto, é variável
(19)
.
Os neutrófilos são as primeiras células do sistema imunológico a chegar à
área da ferida, em decorrência da maior permeabilidade vascular, pela liberação de
prostaglandinas e de substâncias quimiotáxicas. Aparecem imediatamente após a
lesão e permanecem por três a cinco dias. Sua função principal é a fagocitose das
bactérias, controlando a infecção e desbridando a ferida. No entanto, os neutrófilos
não são essenciais para o processo de cicatrização ou para a síntese do colágeno,
embora ajudem na defesa do hospedeiro
(15,17-19,23,27)
.
Os macrófagos migram para a ferida 48 a 96 horas após a lesão, onde
permanecem até o décimo dia, tornando-se a principal célula dessa fase, no controle
e na regulação da cicatrização das feridas. Desempenham uma função essencial e
crítica para o sucesso da cicatrização, pois participam e concluem o processo
25
inflamatório e de desbridamento. Sua ação antimicrobiana é desenvolvida pela
fagocitose e pela produção de radicais reativos, como óxido nítrico, oxigênio e
peróxido. O desbridamento é facilitado pela fagocitose e pela produção de enzimas
como colagenase e elastase. No entanto, a principal contribuição dos macrófagos
para o processo de cicatrização é a secreção de citocinas e fatores de crescimento,
que irão mediar a angiogênese e a fibroplasia. Essas citocinas agem de maneira
parácrina, ativando e recrutando outras células envolvidas na cicatrização e,
juntamente com os fatores de crescimento, regulam a quimiotaxia, a proliferação dos
fibroblastos e a síntese de colágeno
(15,17-19,23,27)
.
Os linfócitos T migram para a ferida depois das células inflamatórias e
macrófagos, no 5º dia após a lesão, durante a fase proliferativa, e atingem seu
máximo no 7º dia. As células T – supressoras podem desempenhar um papel
inibitório no processo de cicatrização, possivelmente ajudando a regular para menos
o exuberante processo inflamatório e o estado proliferativo da cicatrização, quando
este se aproxima da sua conclusão
(15,17,18)
.
As células inflamatórias elevam a demanda de oxigênio na ferida, resultando
em hipóxia tecidual e produção aeróbica de lactato por essas células e pelos
fibroblastos. O lactato se acumula e estimula a secreção de colágeno e a
angiogênese
(21)
.
A resistência de uma ferida em cicatrização é praticamente zero durante a
fase inflamatória. Assim, uma resposta inflamatória excessiva ou prolongada, como
é visto com corpos estranhos incisionais, tais como os fios de sutura e o material da
tela, predispõem a uma falha na cicatrização
(27)
.
A proliferação celular é responsável pela reparação da lesão tecidual. As
células que proliferam na ferida são os fibroblastos e as células endoteliais. A
fibroplasia começa quando o número de macrófagos e de fibroblastos aumenta na
ferida, simultaneamente ao início do processo de angiogênese, resultando na
formação da matriz extracelular, que inclui a síntese de colágeno. É nessa fase
que a resposta inflamatória termina, pois o número de leucócitos diminui, os
mediadores inflamatórios não são mais produzidos e os presentes são inativados.
A fibroplasia inicia aproximadamente cinco dias após a lesão tecidual e pode
continuar por até duas semanas. Os fibroblastos migram para a ferida dois dias
após a lesão tecidual, a partir do tecido adjacente, enquanto as células endoteliais
proliferam a partir de vênulas localizadas junto à ferida, formando novos capilares.
26
Os fibroblastos presentes nos tecidos adjacentes à ferida encontram-se em um
estado quiescente, devendo ser ativados por mediadores liberados durante a
inflamação, principalmente pelas plaquetas e macrófagos, para proliferarem. Esses
mediadores humorais incluem: fibronectina, fator de crescimento derivado das
plaquetas (PDGF), fator de crescimento dos fibroblastos (FGF) e fator
transformador do crescimento (TGF), os quais estimulam a replicação e a
quimiotaxia dos fibroblastos, bem como estimulam os fibroblastos a sintetizarem
fibronectina e colágeno
(15,17,19,21,23,27)
. Os fibroblastos que derivam das feridas se
caracterizam por proliferarem menos. No entanto, sintetizam mais colágeno e
promovem uma maior contração deste, quando comparados com os fibroblastos
encontrados normalmente na derme. Essa alteração é atribuída, principalmente, às
citocinas liberadas pelos macrófagos
(19)
.
A extensão da fibroplasia é proporcional à tensão de oxigênio. Os
fibroblastos da ferida adotam um fenótipo sintético sob a influência dos fatores de
crescimento e da alta concentração de lactato. Logo, a resistência da ferida, que é
resultado da deposição de colágeno, é altamente vulnerável às variações
respiratórias e de perfusão sangüínea
(21)
. No entanto, muito pouco se sabe sobre o
comportamento dos fibroblastos no processo de reparo tecidual em tecidos não-
dérmicos
(27)
.
A fase de maturação da cicatrização de uma ferida caracteriza-se pela
deposição de colágeno, residindo sua importância no fato de que irá determinar a
resistência, o tamanho e a aparência final da cicatriz, na dependência da velocidade,
da quantidade e da qualidade total do colágeno presente
(15,17,19)
. A composição da
matriz da ferida sofre alterações no decorrer do processo. Inicialmente, é constituída
basicamente por fibrina e fibronectina, originárias do processo de hemostasia e dos
macrófagos. Em seguida, glicosaminoglicanos, proteoglicanos e outras proteínas
são sintetizadas e facilitam a deposição da matriz e sua remodelagem. Na
seqüência, o colágeno torna-se a proteína predominante na cicatriz. A síntese do
colágeno total aumenta por quatro a cinco semanas após a lesão, não apenas pelo
aumento no número de fibroblastos, mas também pela maior produção de colágeno
por cada célula
(19)
.
O colágeno é a proteína animal mais comum e corresponde a 30% da
proteína total do corpo humano. Nas fáscias da parede abdominal, o colágeno
corresponde a 80% ou mais do peso seco dos tecidos
(27)
. A quantidade e a relação
27
do colágeno tipo I e tipo III determinam, basicamente, a resistência e a estabilidade
mecânica tanto do tecido conjuntivo como do tecido cicatricial
(42)
. Em tecidos
normais, o colágeno proporciona resistência, integridade e estrutura aos tecidos. O
colágeno tipo I representa o polímero de colágeno maduro, com fibras grossas e alta
força de tensão, e é a forma predominante, representando mais de 90% do colágeno
total, sendo encontrado nos tendões, nos ligamentos e na derme. O tipo III é
constituído de fibras de colágeno finas, imaturas e isoladas, de baixa força de
tensão, sendo encontrado em todos os tecidos com certo grau de flexibilidade e
plasticidade, como tecidos embrionários e músculos lisos, e no período inicial da
cicatrização das feridas cirúrgicas
(37,42,55)
. Estes são os tipos de colágenos mais
freqüentemente encontrados nas fáscias e aponeuroses, e também nos tecidos de
cicatrização
(32,56)
. A derme intacta é constituída por 80 a 90% de colágeno tipo I e 10
a 20% de colágeno tipo III. Na ferida, o colágeno tipo III aparece precocemente,
coincidindo com o aparecimento da fibronectina, sendo degradado, geralmente pelos
macrófagos e fibroblastos, à medida que a ferida envelhece. Sua presença indica um
aumento na plasticidade do tecido conjuntivo resultante
(19,57)
. O exame bioquímico
mostra que o colágeno produzido no tecido de granulação é diferente do colágeno
presente na pele intacta e que, apesar de um longo período de remodelação da
cicatriz, que pode atingir até dois anos, pela degradação e síntese
(23)
, as fibras de
colágeno no tecido cicatricial nunca serão tão organizadas como o colágeno da pele
intacta
(19,57)
.
Acredita-se que a força de tensão dos tecidos depende amplamente das
proporções variáveis de colágeno do tipo I, com sua alta força de resistência, e do
imaturo colágeno do tipo III. A força de tensão na ferida é de 3% com uma semana e
de 20% da força final após três semanas. Depois de três meses, a área de cicatriz
mostra 80% da força da pele intacta, não obtendo nenhuma força adicional após
esse período. O acúmulo da matriz na área em cicatrização representa o equilíbrio
entre a deposição e a degradação, que são reguladas pelas próprias células
envolvidas no processo
(19)
. O processo de reparo tecidual está praticamente
completo após 90 dias do implante da tela
(50)
.
Acredita-se que uma resposta inflamatória prolongada, devido à presença de
um corpo estranho, como o implante de uma tela, pode atrasar a progressão do
processo de cicatrização para a fase da fibroplasia (fibroproliferação), na qual ocorre
um ganho rápido de força. O retardo da resposta dos fibroblastos, por sua vez,
28
impede a síntese da matriz provisória e prolonga o período de tempo em que a ferida
cirúrgica ficará sujeita a um aumento da força mecânica, dependendo inteiramente
do material de sutura para manter sua resistência. Ou seja, uma ferida cirúrgica é
totalmente dependente da sutura até que a resistência fornecida pelo colágeno
depositado, quando sua maturação for atingida, seja capaz de compensar a carga
exercida sobre ela
(27)
.
29
4 MÉTODO
4.1 DELINEAMENTO
Experimento não-controlado
4.2 AMOSTRA
Foram utilizados 36 ratos albinos, machos, da linhagem Wistar (Rattus
norvegicus albinus, Rodentia mammalia), com idade aproximada de 60 dias e peso
variando de 180 a 220 g, oriundos do Centro de Reprodução e Experimentação de
Animais de Laboratório do Instituto de Ciências Básicas da Saúde – UFRGS. Os
animais foram distribuídos em seis grupos de seis e mantidos em gaiolas de plástico
com as dimensões de 40 x 30 x 16 cm, com no máximo três ratos em cada unidade,
recebendo ração e água ad libitum. Os procedimentos cirúrgicos foram realizados
em sala especial do próprio biotério, seguindo as normas técnicas e diretrizes
internacionais de pesquisa em animais
(58-61)
. O jejum pré-operatório foi de 12 horas.
A manutenção dos animais ocorreu em uma sala do referido biotério, em ambiente
com fluxo de ar contínuo, livre de barulho e em temperatura ambiente.
4.3 PROCEDIMENTOS
Os animais foram anestesiados com solução de cloridrato de cetamina 10%
(Ketalar® Agener União 100 mg/ml) e cloridrato de xilazina 2% (Calmium ® Agener
União 20 mg/ml), em doses de 100 mg/kg e 10 mg/kg IM, respectivamente
(13,61)
.
Em prancha cirúrgica para pequenos roedores, imobilizou-se o animal, em
decúbito dorsal horizontal, com contenção elástica das patas dianteiras e traseiras, e
realizou-se a anti-sepsia com Iodofor Aquoso 2%. Colocaram-se os campos
30
esterilizados e, mediante técnica asséptica, foi realizada uma incisão mediana,
abaixo do apêndice xifóide, na pele do animal, com 6 cm de extensão, seguida de
dissecção da tela subcutânea por cerca de 4 cm de cada lado e exposição da
camada músculo-aponeurótica.
Procedeu-se à exérese de um segmento elipsóide na linha média, que incluía
a camada músculo-aponeurótica e o peritônio, com 3 cm de eixo longitudinal e 2 cm
de eixo transversal, para criar um defeito músculo-aponeurótico. Para a hemostasia,
foi realizada sutura contínua da borda com fio de polipropileno 4-0, agulhado e
atraumático (Figura 1). Esse defeito músculo-aponeurótico foi corrigido com a
colocação da tela de polipropileno monofilamentar com 4 cm de eixo longitudinal e 3
cm de eixo transversal, sendo fixada com oito pontos em "U", separados e
eqüidistantes, nas suas bordas com fios de polipropileno 4-0, agulhado e
atraumático, com cinco nós em cada ponto, ficando as margens da prótese sobre o
plano aponeurótico anterior (Figura 2). A superfície interna da prótese foi deixada em
contato direto com as vísceras intra-abdominais, e a superfície externa, em contato
com a tela subcutânea. A pele foi fechada com sutura contínua, com fio
monofilamentar de nylon 4-0. Os animais, após a operação, se recuperavam por
cerca de 40 minutos e eram mantidos nas gaiolas com acesso a ração e água, onde
permaneciam até a data prevista para a aferição.
Figura 1 – Defeito músculo-aponeurótico
31
Figura 2 – Tela de polipropileno fixada
Os tempos de estudo estabelecidos foram um, dois, três, sete, 21 e 30 dias de
pós-operatório, sendo escolhidos para cada tempo seis animais aleatoriamente, os
quais foram submetidos à eutanásia com cloridrato de cetamina 10% e cloridrato de
xilazina 2%
(61)
.
Constatado o óbito, o animal foi colocado em mesa de dissecção cirúrgica
para pequenos animais. Incisou-se a pele no local da cicatriz prévia e descolou-se a
tela subcutânea por cerca de 5 cm de cada lado da linha média, para ampla
exposição da parede abdominal e tela. A parede abdominal foi aberta junto à região
inguinal esquerda. Pela abertura, verificou-se a presença de aderências, as quais
foram desfeitas enquanto completava-se a exérese do conjunto músculo-
aponeurótico e tela, com uma margem de 1 cm além do perímetro da tela. As peças
foram distendidas sobre placas de isopor e fixadas em formalina tamponada
(solução tamponada de formaldeído a 10%).
Quando todos os animais foram submetidos à eutanásia nos tempos previstos
e todas as amostras foram coletadas, estas foram fracionadas em duas porções
equivalentes, desidratadas em concentrações crescentes de etanol, clarificadas em
xilol e incluídas em blocos de parafina. Os blocos foram, então, seccionados em
micrótomo Leica®, modelo RM2025, na espessura de 4 µm. Posteriormente, as
32
lâminas foram coradas. A orientação macroscópica dos cortes foi feita
transversalmente às telas.
4.4 TÉCNICAS DE COLORAÇÃO
As técnicas de coloração empregadas neste trabalho foram hematoxilina-
eosina e Picrosirius.
a) Técnica da hematoxilina-eosina: os cortes foram desparafinados em xilol,
hidratados em concentrações crescentes de etanol, lavados em água destilada e
corados pela hematoxilina de Harris por três minutos. A seguir, foram lavados em
água corrente e corados pela eosina por 1 minuto. Após haver-se retirado o excesso
de corante com lavagem rápida em água, as preparações foram desidratadas em
concentrações crescentes de etanol, clarificadas em xilol e montadas com bálsamo-
do-Canadá.
A coloração pela hematoxilina-eosina viabilizou o reconhecimento e a
quantificação da resposta inflamatória, por meio de um escore baseado em uma
escala pré-determinada de 0-3. Para a avaliação histológica, foram utilizados apenas
os fios da tela cortados transversalmente; os cortes oblíquos e tangenciais foram
desprezados. As lâminas foram avaliadas por um único patologista, de acordo com o
protocolo a seguir
(25,62,63)
:
a) Resposta inflamatória – ausência (0) ou presença (1) de neutrófilos.
b) Infiltrado de macrófagos:
- ausente (0);
- leve - não circunda totalmente o fio da tela (1);
- moderado - circunda totalmente o fio da tela (2);
- intensa - circunda totalmente o fio da tela, numa espessura duas a três
vezes maior que a anterior (3).
c) Infiltrado de gigantócitos:
- ausente (0);
- leve - de um a dois gigantócitos ao redor do fio da tela (1);
- moderado - de três a cinco gigantócitos ao redor do fio da tela (2);
- intenso - mais de cinco gigantócitos ao redor do fio da tela (3).
33
d) Infiltrado de linfócitos:
- ausente (0);
- leve - de um a dois linfócitos ao redor do fio da tela (1);
- moderado - de três a cinco linfócitos ao redor do fio da tela (2);
- intenso - mais de cinco linfócitos ao redor do fio da tela (3).
b) Técnica de Picrosirius
(64)
: cortes de 4 µm de espessura em formalina a 10% foram
desparafinados, hidratados e corados por uma hora em solução de vermelho Sirius a
0.1% (Sirius Red F 3 B 200, Mombay Chemical Co. Union, New Jersey, U.S.A),
dissolvida em ácido pícrico aquoso saturado. Os cortes foram, então, lavados em
água corrente e contracorados com hematoxilina de Harris por seis minutos. O
fenômeno de birrefringência, que se refere ao grau de retardamento da luz
polarizada linear, é natural às fibras de colágeno. Isso ocorre pelo ordenamento
paralelo das moléculas de colágeno nas fibrilas, bem como pela orientação das
próprias fibras
(65,66)
. Ainda assim, a adição do Picrosirius resulta na sua ampliação,
colorindo em amarelo, verde e principalmente vermelho brilhante as fibras
colagenosas, sobressaindo-se a um fundo escurecido formado pelos demais
elementos tissulares
(67)
. O método de Picrosirius com luz polarizada permite a
identificação do colágeno pela sua forte birrefringência, sendo que dois tipos de
fibras colágenas podem ser distinguidos: o colágeno tipo I aparece vermelho-
alaranjado, enquanto as fibras do colágeno tipo III mostram-se verdes ou
esverdeadas
(50,64,66,67)
.
4.5 TÉCNICA VIDEOMORFOMÉTRICA
A técnica videomorfométrica permite a avaliação de cortes corados com
Picrosirius mediante a luz polarizada por um sistema de imagens (microscópio com
videocâmara associada) e a realização de contagem das áreas preenchidas por
colágeno e das áreas sem este elemento. O método de Picrosirius com luz
polarizada permite a identificação do colágeno pela sua forte birrefringência. A
avaliação quantitativa do colágeno nas lâminas coradas com Picrosirius foi realizada
mediante luz polarizada, pela contagem das áreas birrefringentes. Utilizou-se um
34
sistema de imagens formado por um microscópio Zeis®, modelo Primo Star, com
uma videocâmera Sony
®
(Tóquio, Japão) acoplada. O sinal de vídeo foi digitalizado
em 24 bits em um computador pessoal Pentium
®
133 Megahertz (MHz), com uma
resolução de 640 (horizontal) por 480 (vertical) pixels e 16 milhões de cores.
Utilizando o programa aplicativo Image Pro Plus, versão 4.1 para Windows 98
(Media Cybernetics, Silverspring, U.S.A.), sob a forma de arquivos.tiff. Para cada
caso foram digitalizados dez campos microscópicos no aumento 200x. O início da
avaliação morfométrica deu-se com a segmentação da imagem, que corresponde à
delimitação da área de interesse em cada imagem. Em seguida, o programa mede a
proporção da área de interesse previamente segmentada em relação à totalidade do
campo. Esta é a medida do colágeno total. Em nova segmentação, foram
selecionadas as áreas com refringência verde ou esverdeada. A medida dessas
áreas corresponde ao colágeno tipo III. Os resultados são expressos como
proporção das áreas de colágeno tipo I e tipo III
(36,64,66)
.
4.6 ANÁLISE ESTATÍSTICA
A análise estatística foi realizada utilizando-se o programa SPSS (Statistical
Package for Social Sciences), versão 12, e o programa WINPEPI DESCRIBE,
versão 1.55. Aplicou-se o teste qui-quadrado com método de Monte Carlo para
cálculo exato e o teste de Tukey para comparações múltiplas na análise das
variáveis categóricas (neutrófilos). Utilizou-se a análise da variância entre os grupos
(ANOVA), com pós-teste de Tukey e Dunnett para comparações múltiplas das
variáveis quantitativas (macrófagos, gigantócitos, linfócitos e colágeno). Adotou-se o
nível de significância de 0,05 (α ≤ 0,05) em todos os testes estatísticos.
4.7 ASPECTOS ÉTICOS
O protocolo deste estudo foi aprovado pela Comissão de Ética em Pesquisa
do Hospital de Clínicas de Porto Alegre (Anexo I), vinculado ao Programa de Pós-
35
Graduação da Faculdade de Medicina da Universidade Federal do Rio Grande do
Sul (UFRGS).
36
5 RESULTADOS
Não ocorreram mortes pós-operatórias, nem foram observadas infecção ou
rejeição à tela implantada durante o período do estudo.
A resposta inflamatória das células imunológicas junto à tela de polipropileno
foi avaliada pelo exame histológico (método hematoxilina-eosina), cujos achados
encontram-se sumarizados na Tabela 1.
Tabela 1 – Resultado da avaliação microscópica da resposta inflamatória
Dia Macrófagos*
Gigantócitos*
Linfócitos* Neutrófilos†
1 0,00 ± 0,00ª 0,00 ± 0,00
a
0,00 ± 0,00
a
100%
a
2 1,00 ± 0,00
b
0,67 ± 0,52
b
1,00 ± 0,00
b
100%
a
3 1,50 ± 0,55
b
1,00 ± 0,00
b
2,83 ± 0,41
c
100%
a
7 2,17 ± 0,41
b
2,50 ± 0,55
c
2,33 ± 0,52
c
100%
a
21 2,83 ± 0,41
b
2,00 ± 0,00
c
1,17 ± 0,41
d
33%
a
30 2,33 ± 0,52
b
2,00 ± 0,00
c
1,00 ± 0,00
d
0%
b
* Valores expressos em média ± dp. ANOVA entre os diferentes dias mostrou diferença
significante para p<0,001
† Valores expressos em freqüência absoluta (relativas). Teste Pearson qui-quadrado pelo
método Monte Carlo entre os diferentes dias mostrou diferença significante para p<0,001
As razões e as médias percentuais seguidas da mesma letra não diferem significativamente
(α = 0,05) entre si pelo teste de Tukey para comparações múltiplas.
No 1º dia após o implante (Figura 3), foram identificados apenas neutrófilos,
indicando um processo inflamatório agudo. No dia 2 (Figura 4), foram identificados
macrófagos, gigantócitos e linfócitos, sendo que a proporção de neutrófilos
permanecia estável. No 3º dia (Figura 5), os neutrófilos, macrófagos e gigantócitos
persistiram inalterados em relação ao dia anterior, observando-se aumento da
proporção de linfócitos (p<0,001). Uma semana após o implante da tela (Figura 6),
mantiveram-se os neutrófilos, macrófagos e linfócitos, sem alteração significativa na
sua proporção, e houve aumento da proporção de gigantócitos em relação ao dia 3
37
(p<0,001). No 21º dia (Figura 7), houve redução da proporção de neutrófilos, mas
que não se mostrou estatisticamente significante em relação aos dias anteriores
(α=0,05). As proporções de macrófagos e gigantócitos permaneceram sem
alterações em relação ao dia 7, e houve redução da proporção de linfócitos em
relação ao período de observação anterior (p<0,001). Trinta dias após a implantação
da tela (Figura 8), desapareceram os neutrófilos (p<0,001) e mantiveram-se estáveis
as proporções de macrófagos, gigantócitos e linfócitos. O comportamento das
diferentes células inflamatórias, avaliadas no decorrer do estudo, está representado
no gráfico da Figura 9.
Figura 3 – Fotomicrografia de corte histológico da resposta inflamatória junto à tela
de polipropileno no dia 1. Coloração HE (200x). Seta, tela de polipropileno; N,
neutrófilos
N
38
Figura 4 – Fotomicrografia de corte histológico da resposta inflamatória junto à
tela de polipropileno no dia 2. Coloração HE (200x). Seta, macrófagos; Cavidade,
tela de polipropileno; N, neutrófilos
Figura 5 – Fotomicrografia de corte histológico da resposta inflamatória junto à
tela de polipropileno no dia 3. Coloração HE (200x). Seta, gigantócitos; M,
macrófagos; L, linfócitos; C, colágeno
Cavidade
N
C
M
L
39
Figura 6 – Fotomicrografia de corte histológico da resposta inflamatória junto à
tela de polipropileno no dia 7. Coloração HE (200x). Cavidade, tela de
polipropileno; Seta, gigantócitos; M, macrófagos; L, linfócitos
Figura 7 – Fotomicrografia de corte histológico da resposta inflamatória junto à
tela de polipropileno no dia 21. Coloração HE (200x). Cavidade (tela) rodeada
por gigantócitos (G); C, colágeno
Cavidade
M
L
40
Figura 8 – Fotomicrografia de corte histológico da resposta inflamatória junto à
tela de polipropileno no dia 30. Coloração HE (200x). Cavidade (tela) rodeada
por gigantócitos (G)
Dia
1 2 3 7 21 30
Escores
0
1
2
3
Percentual
0
20
40
60
80
100
Macrófagos
Gigantócitos
Linfócitos
Neutrófilos
Colágeno total
Figura 9 – Gráfico da evolução temporal das células inflamatórias e fibroplasia
na tela de polipropileno. Os valores estão expressos em escores para
macrófagos, gigantócitos e linfócitos, e em percentual para neutrófilos e
colágeno total
Cavidade
G
41
A videomorfometria sob luz polarizada das lâminas coradas pelo método de
Picrosirius revelou a proporção média de colágeno total, colágenos tipo I e tipo III
dos dez campos examinados conforme Tabela 2.
Tabela 2 – Médias percentuais de colágeno total e das frações de colágeno tipo I e tipo III
Colágeno total * Colágeno tipo I * Colágeno tipo III * Relação colágeno
tipo I / tipo III *
Grupo N Média ± dp Média ± dp Média ± dp Média ± dp
Dia 1 6 0,00 ± 0,00
a
0,00 ± 0,00 0,00 ± 0,00
a
--
Dia 2 6 0,03 ± 0,05ª 0,00 ± 0,00 0,03 ± 0,05ª 0,00 ± 0,00
Dia 3 6 2,37 ± 0,36
b
0,00 ± 0,00 2,37 ± 0,36
b
0,00 ± 0,00
Dia 7 6 5,33 ± 0,30
c
0,00 ± 0,00
a
5,33 ± 0,30
c
0,00 ± 0,00
a
Dia 21 6 50,72 ± 3,73
d
23,85 ± 2,12
b
26,87 ± 3,11
d
0,90 ± 0,12
b
Dia 30 6 38,67 ± 5,31
e
21,02 ± 2,93
b
17,65 ± 2,64
e
1,20 ± 0,11
c
*ANOVA entre os diferentes dias mostrou diferença significante para p<0,001
As médias seguidas da mesma letra não diferem significativamente (α = 0,05) entre si pelo teste de Dunnett
para comparações múltiplas
Observou-se o aparecimento do colágeno total junto à tela no 3º dia pós-
implante, com aumento progressivo na sua proporção em todos os dias subseqüentes
até o 21º dia, quando atingiu sua proporção máxima (p<0,001). O colágeno tipo III é a
fração do colágeno que aparece no dia 3 (Figura 10), identificando-se uma diferença
significativa dessa proporção em relação àquelas observadas nos dias 1 e 2. A partir
de então, o colágeno tipo III sofreu um aumento progressivo até o dia 21 (Figuras 11 e
12), quando atingiu sua proporção máxima (p<0,001). No 30º dia (Figura 13), o
colágeno tipo III apresentou uma redução significativa na sua proporção em relação
ao dia 21 (p<0,001). O colágeno tipo I surgiu entre o 7º e o 21º dia (Figuras 11 e 12),
atingiu sua máxima proporção no 21º dia (p<0,001) e manteve-se estável até o final
do período de observação. A diferença de proporções mensuradas entre os dois tipos
de colágenos foi significativa nos dias 3 e 7 (p<0,001) e no dia 30 (p<0,05). A relação
colágeno tipo I/tipo III (Tabela 2) aumenta de forma significativa até o 30º dia de
observação (p<0,001). O comportamento do colágeno total e dos colágenos tipo I e
tipo III no decorrer do estudo estão representados no gráfico da Figura 14.
42
Figura 10 – Fotomicrografia de corte histológico com colágeno tipo I (área
refringente vermelho-alaranjado) e tipo III (área refringente verde) junto à tela de
polipropileno no dia 3. Coloração Picrosirius com luz polarizada (200x). Cavidade,
tela de polipropileno
Figura 11 – Fotomicrografia de corte histológico com colágeno tipo I (área
refringente vermelho-alaranjado) e tipo III (área refringente verde) junto à tela de
polipropileno no dia 7. Coloração Picrosirius com luz polarizada (200x)
Cavidade
43
Figura 12 – Fotomicrografia de corte histológico com colágeno tipo I (área
refringente vermelho-alaranjado) e tipo III (área refringente verde) junto à tela de
polipropileno no dia 21. Coloração Picrosirius com luz polarizada (200x)
Figura 13 – Fotomicrografia de corte histológico com colágeno tipo I (área
refringente vermelho-alaranjado) e tipo III (área refringente verde) junto à tela de
polipropileno no dia 30. Coloração Picrosirius com luz polarizada (200x)
44
Dia
1 2 3 7 21 30
Percentual
0
10
20
30
40
50
60
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
Colágeno Total
Colágeno Tipo I
Colágeno Tipo III
Relação tipo I/III
Figura 14 – Gráfico da evolução temporal das médias percentuais de colágeno total, das
frações de colágeno tipo I e tipo III e da relação das médias percentuais dos colágenos tipo
I/tipo III
45
6 DISCUSSÃO
O presente trabalho buscou avaliar, por meio do modelo experimental da
hérnia incisional em ratos, a evolução do tempo da fibroplasia na tela de
polipropileno, processo fisiológico já bem estabelecido para as feridas cutâneas, e
que também se aplica a uma ampla variedade de tecidos
(27,54)
. Na literatura, existem
inúmeros trabalhos avaliando a reação do organismo à presença da tela de
polipropileno, a qual é utilizada amplamente na correção dos defeitos da parede
abdominal das mais diversas etiologias. No entanto, a maioria desses trabalhos
busca avaliar o índice de recidiva, de infecção, a resposta inflamatória e a presença
de aderências associadas ao uso dos diferentes tipos de tela disponíveis
atualmente
(11,13,14)
. A literatura refere que a tela de polipropileno, por agir como um
corpo estranho na ferida operatória, causaria uma resposta inflamatória prolongada
(reação inflamatória crônica), retardando a progressão para a fase proliferativa da
cicatrização, a qual é responsável pela força tênsil da cicatriz
(13,27,68)
.
O modelo experimental de hérnia incisional abdominal em ratos foi escolhido
devido à facilidade de manuseio e disponibilidade no Centro de Reprodução e
Experimentação de Animais de Laboratório do Instituto de Ciências Básicas da
Saúde – UFRGS, bem como por estes animais apresentarem alta resistência à
infecção, baixa morbidade e mortalidade, além de ser um modelo experimental
amplamente utilizado e bem documentado
(13,15,22,24,25,30,35,53,62,63,69-74)
. A anestesia
utilizada mostrou-se segura e de fácil administração, produzindo sedação, analgesia
e relaxamento adequado ao procedimento realizado. Não foi realizada epilação, nem
utilizado antibiótico profilático.
Nosso estudo permitiu verificar que os neutrófilos estiveram presentes na
ferida operatória até o 21º dia, período maior que o relatado na literatura
(15-20,27)
,
indicando a persistência do processo inflamatório agudo. Os macrófagos surgiram
junto à tela no 2º dia, de acordo com os relatos da literatura
(15,17-19,23,27)
, atingindo
sua intensidade máxima a partir do 7º dia e assim permanecendo até o final do
período de observação. Este comportamento dos macrófagos divergiu dos registros
clássicos, que referem que essas células desaparecem em torno do 10º dia pós-
agressão
(15,17-19,23,27)
. O linfócitos foram identificados junto à tela de polipropileno a
partir do segundo dia, divergindo do previamente relatado em outros estudos, em
46
que este tipo celular surge na ferida no 5º dia após a lesão tecidual
(15,17,18)
.
Observamos que os linfócitos atingiram sua máxima infiltração entre o 3º e o 7º dia
pós-operatório, em acordo com estudos anteriormente publicados
(15,17,18)
, e a partir
de então diminuíram progressivamente até o 21º dia, mantendo-se assim até o 30º
dia. Os gigantócitos, as células que representam o processo inflamatório crônico tipo
corpo estranho, foram identificados na ferida no 2º dia, estando presentes de forma
mais intensa a partir do 7º dia, e assim permanecendo até o final do período de
observação, achados estes que estão de acordo com o anteriormente descrito
(22)
. A
persistência dos neutrófilos e macrófagos por um período maior de tempo junto à
tela indica o prolongamento da fase aguda da inflamação, enquanto que o
aparecimento precoce dos linfócitos e gigantócitos junto à tela, e sua persistência
até o final do período de observação, indicam a presença de um processo
inflamatório crônico. Esses achados vão ao encontro das constatações já
relatadas
(4,12,22,24,53,62,68)
. No processo de cicatrização descrito classicamente para as
feridas cutâneas
(15-20,27)
, que constitui a base para a compreensão do processo de
reparo dos demais tecidos, os neutrófilos são as primeiras células do sistema
imunológico a chegar à área da ferida, aparecendo aproximadamente 24 horas após
a lesão e permanecendo por três a cinco dias. Os macrófagos migram para a ferida
48 a 96 horas após a lesão, permanecendo do 3º ao 10º dia, tornando-se a principal
célula no controle e na regulação da cicatrização das feridas, antes da migração e
replicação dos fibroblastos
(15,17-19,23,27)
. Os linfócitos chegam à ferida no 5º dia após a
lesão, depois das células inflamatórias, e atingem seu máximo no 7º dia, durante a
fase proliferativa
(15,17,18)
. Em um estudo em ratos, avaliando a resposta celular à tela,
Klinge et al.
(53)
observaram que os sinais de inflamação eram máximos entre sete e
14 dias. O mesmo autor
(22)
, em outro estudo, relata a presença de gigantócitos junto
às telas de polipropileno fixadas em ratos no 7º dia pós-operatório, que aumentaram
no 14º dia e continuaram aumentando até o final do período de observação, aos 90
dias. Verifica, no 21º dia, o desaparecimento quase completo do processo
inflamatório agudo e a presença de infiltrado celular característico da inflamação
crônica.
Para avaliarmos a deposição de colágeno durante o processo de cicatrização,
utilizamos cortes histológicos transversais da tela, corados com Picrosirius e
observados com luz polarizada. Este método, apresentado por Constantine e
Mowry
(75)
, tem sido largamente empregado em pesquisas do colágeno, com
47
resultados confiáveis
(64,66,76,77)
. Foi utilizado o processo de captação de imagens
para vídeo e mensuração videomorfométrica por computador, método este que
apresenta uma boa correlação com a quantificação de hidroxiprolina por medida
bioquímica
(66,78)
.
No presente estudo, constatamos a presença de colágeno junto à tela a partir
do 3º dia pós-operatório, atingindo sua máxima média percentual no 21º dia (50,6%).
O colágeno foi identificado junto à tela de polipropileno mais precocemente que em
alguns relatos da literatura
(22,73)
, em percentagem média maior do que o observado
por Souza Filho et al.
(79)
, e reduzindo sua proporção média após o 21º dia, em
desacordo com o descrito por outros autores na reparação muscular e cutânea
(66,73)
.
A fibroplasia nas feridas cutâneas começa aproximadamente cinco dias após a lesão
tecidual e pode continuar por até duas semanas
(17,19,21,23,27)
. A síntese de colágeno
total aumenta por quatro a cinco semanas após um ferimento, e a remodelagem do
colágeno pode ocorrer por um período de até dois anos
(23)
. Noronha et al.
(73)
,
estudando a reparação cutânea em ratos após aplicação de laser, observaram
fibroplasia no 7º dia após o procedimento, com um aumento rápido até o 28º dia,
atingindo um platô e mantendo-se até o final do experimento (112 dias). Estudos
relataram que a aponeurose de músculo reto abdominal é constituída de pelo menos
80% por colágeno
(80)
. Wolwacz Júnior et al.
(41)
observaram uma área média
percentual de 75% de colágeno na fáscia transversal dos pacientes sem hérnias.
Klinge et al.
(22)
descreveram o surgimento de fibras de colágeno em telas de
polipropileno fixadas em ratos a partir do 7º dia pós-operatório. Em um estudo para
verificar a fibroplasia em cicatrizes de laparotomias medianas em ratos, Souza Filho
et al.
(79)
constataram que, nos ratos controles, a porcentagem média de colágeno
total era 17,68% no 30º dia pós-operatório. Pickering et al.
(66)
, estudando a fibrose no
músculo grácil do rato, observaram que no 5º dia pós-operatório o conteúdo de
colágeno, determinado por videomorfometria, foi 16%, atingindo no 21º dia um platô
em aproximadamente 80%.
Nossos resultados evidenciaram que o colágeno tipo III estava presente junto
à tela de polipropileno no início do processo de cicatrização (3º dia pós-implante),
aumentando progressivamente do 7º ao 21º dia, quando atingiu sua proporção
máxima e começou a diminuir. O colágeno tipo I foi observado junto à tela no 3º dia
pós-implante, mas em proporções muito pequenas em relação ao colágeno tipo III.
Ele apareceu em maior quantidade a partir do 7º dia e, no 21º dia, atingiu sua média
48
percentual máxima. O colágeno tipo I manteve um platô entre o 21º e o 30º dia. A
relação colágeno tipo I/tipo III apresentou um aumento progressivo, com predomínio
do colágeno tipo I ao final do período de observação, indicando aumento da
resistência junto à tela. Esses achados estão de acordo com o descrito
classicamente na literatura para a cicatrização de feridas
(17,19,50)
e não reproduzem o
encontrado por outros autores em relação a uma proporção aumentada de colágeno
tipo III
(70,79)
. O colágeno tipo I é a principal fibra constituinte das aponeuroses e
fáscias, seguido de uma menor quantidade de colágeno tipo III
(81)
. A cicatrização
envolve a expressão coordenada dos colágenos tipo I e tipo III
(34)
. O colágeno tipo III
é o colágeno que é secretado pelos fibroblastos precocemente no processo de
reparação tecidual, e é geralmente degradado pelos macrófagos e fibroblastos,
durante a fase de maturação e remodelagem
(34,42,55,57)
. Bellón et al.
(50)
, em coelhos,
verificaram que as fibras de colágeno tipo III predominavam duas semanas após o
implante de tela de polipropileno. Biondo-Simões et al.
(69)
, avaliando o colágeno em
ratos jovens e velhos, 30 dias após o implante de tela de polipropileno, encontraram
diferença em relação à deposição de colágeno tipo III, que era maior no grupo de
ratos idosos. Bogusiewicz et al.
(70)
, estudando a deposição de colágeno em telas
implantadas em ratos, observaram que, 42 dias após a cirurgia, 70% do colágeno
depositado era do tipo III. Souza Filho et al.
(79)
, ao verificar a fibroplasia em cicatrizes
de laparotomias medianas em ratos, observaram, no 30º dia após a cirurgia, que nos
ratos controles a proporção média de colágeno III era maior do que a de colágeno
tipo I.
Pelos nossos dados, não existem evidências de que uma resposta
inflamatória prolongada junto à tela de polipropileno resulte em atraso na progressão
do processo de fibroplasia ou em prejuízo à síntese do colágeno I, conforme referido
por alguns autores
(22,24,27,53,70,79)
.
A tendência herniogênica das aponeuroses com alterações da quantidade de
colágeno sugere a utilização da tela de polipropileno na correção dos defeitos
músculos-aponeuróticos. Com os nossos achados, abre-se uma gama de
questionamentos com relação à proporção de colágeno encontrado junto à tela de
polipropileno, à aponeurose íntegra e junto à área de cicatrização das aponeuroses.
49
7 CONCLUSÕES
a) O colágeno total foi observado no 3º dia, aumentando progressivamente
até o 21º dia e diminuindo a seguir.
b) O colágeno tipo III foi identificado no 3º dia, aumentando progressivamente
até o 21º dia, quando apresentou redução progressiva.
c) O colágeno tipo I foi mensurável entre o 7º e 21º dia de observação,
observando-se a sua máxima proporção no 21º dia, a qual se manteve
estável até o final do período de observação.
d) A relação entre o colágeno tipo I e tipo III aumentou progressivamente até
o 30º dia, indicando maior proporção de colágeno tipo I ao final do período.
e) Houve prolongamento da duração da resposta inflamatória aguda do
processo de cicatrização e persistência do processo inflamatório crônico
junto à tela de polipropileno, que não interferiram na fibroplasia.
50
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56
APÊNDICE A - CÁLCULOS ESTATÍSTICOS
GET DATA /TYPE=XLS
/FILE='C:\A\Consul07\Marcia Vaz\dados Márcia Vaz.xls'
/SHEET=name 'VMM'
/CELLRANGE=full
/READNAMES=on .
USE ALL.
COMPUTE filter_$=( ~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G')).
VARIABLE LABEL filter_$ " ~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G') (FILTER)".
VALUE LABELS filter_$ 0 'Not Selected' 1 'Selected'.
FORMAT filter_$ (f1.0).
FILTER BY filter_$.
EXECUTE .
VAR LABELS média 'Col TOTAL' .
ONEWAY
MÉDIA BY dia
/STATISTICS DESCRIPTIVES HOMOGENEITY
/MISSING ANALYSIS
/POSTHOC = T3 ALPHA(.05).
Onewa
y
Descriptives
MÉDIA Col TOTAL
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00 0 0
6 ,03 ,052 ,021 -,02 ,09 0 0
6 2,37 ,361 ,148 1,99 2,75 2 3
6 5,33 ,301 ,123 5,02 5,65 5 6
6 50,72 3,734 1,524 46,80 54,64 45 55
6 38,67 5,307 2,167 33,10 44,24 31 46
36 16,19 20,968 3,495 9,09 23,28 0 55
1
2
3
7
21
30
Total
N Mean Std. Deviation Std. Error Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval for
Mean
Minimum Maximum
Test of Homogeneity of Variances
MÉDIA Col TOTAL
9,704 5 30 ,000
Levene
Statistic
df1 df2 Sig.
ANOVA
MÉDIA Col TOTAL
15176,381 5 3035,276 430,207 ,000
211,662 30 7,055
15388,043 35
Between Groups
Within Groups
Total
Sum of
Squares
df Mean Square F Sig.
Post Hoc Tests
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 1
3/10/2007
Multiple Comparisons
Dependent Variable: MÉDIA Col TOTAL
Dunnett T3
-,033 ,021 ,788 -,13 ,06
-2,367* ,148 ,000 -3,05 -1,69
-5,333* ,123 ,000 -5,90 -4,77
-50,717* 1,524 ,000 -57,74 -43,69
-38,667* 2,167 ,000 -48,66 -28,68
,033 ,021 ,788 -,06 ,13
-2,333* ,149 ,000 -3,01 -1,66
-5,300* ,125 ,000 -5,86 -4,74
-50,683* 1,524 ,000 -57,71 -43,66
-38,633* 2,167 ,000 -48,62 -28,64
2,367* ,148 ,000 1,69 3,05
2,333* ,149 ,000 1,66 3,01
-2,967* ,192 ,000 -3,68 -2,26
-48,350* 1,531 ,000 -55,35 -41,35
-36,300* 2,172 ,000 -46,27 -26,33
5,333* ,123 ,000 4,77 5,90
5,300* ,125 ,000 4,74 5,86
2,967* ,192 ,000 2,26 3,68
-45,383* 1,529 ,000 -52,39 -38,37
-33,333* 2,170 ,000 -43,31 -23,36
50,717* 1,524 ,000 43,69 57,74
50,683* 1,524 ,000 43,66 57,71
48,350* 1,531 ,000 41,35 55,35
45,383* 1,529 ,000 38,37 52,39
12,050* 2,649 ,017 2,05 22,05
38,667* 2,167 ,000 28,68 48,66
38,633* 2,167 ,000 28,64 48,62
36,300* 2,172 ,000 26,33 46,27
33,333* 2,170 ,000 23,36 43,31
-12,050* 2,649 ,017 -22,05 -2,05
(J) dia
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
(I) dia
1
2
3
7
21
30
Mean
Difference
(I-J)
Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval
The mean difference is significant at the .05 level.
*.
GET DATA /TYPE=XLS
/FILE='C:\A\Consul07\Marcia Vaz\dados Márcia Vaz.xls'
/SHEET=name 'HE'
/CELLRANGE=full
/READNAMES=on .
USE ALL.
COMPUTE filter_$=( ~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G')).
VARIABLE LABEL filter_$ " ~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G') (FILTER)".
VALUE LABELS filter_$ 0 'Not Selected' 1 'Selected'.
FORMAT filter_$ (f1.0).
FILTER BY filter_$.
EXECUTE .
CROSSTABS
/TABLES=dia BY NEUTRÓFILOS
/FORMAT= AVALUE TABLES
/STATISTIC=CHISQ
/CELLS= COUNT ROW
/COUNT ROUND CELL
/METHOD=MC CIN(99) SAMPLES(10000).
Crosstabs
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 2
3/10/2007
Case Processing Summary
36 100,0% 0 ,0% 36 100,0%
dia * NEUTRÓFILOS
N Percent N Percent N Percent
Valid Missing Total
Cases
dia * NEUTRÓFILOS Crosstabulation
0 6 6
,0% 100,0% 100,0%
0 6 6
,0% 100,0% 100,0%
0 6 6
,0% 100,0% 100,0%
0 6 6
,0% 100,0% 100,0%
4 2 6
66,7% 33,3% 100,0%
6 0 6
100,0% ,0% 100,0%
10 26 36
27,8% 72,2% 100,0%
Count
% within dia
Count
% within dia
Count
% within dia
Count
% within dia
Count
% within dia
Count
% within dia
Count
% within dia
1
2
3
7
21
30
dia
Total
0 1
NEUTRÓFILOS
Total
Chi-Square Tests
29,354
a
5 ,000 ,000
b
,000 ,000
34,902 5 ,000 ,000
b
,000 ,000
24,966 ,000
b
,000 ,000
27,717
c
1 ,000 ,000
b
,000 ,000
36
Pearson Chi-Square
Likelihood Ratio
Fisher's Exact Test
Linear-by-Linear
Association
N of Valid Cases
Value df
Asymp. Sig.
(2-sided)
Sig. Lower Bound Upper Bound
99% Confidence Interval
Monte Carlo Sig. (2-sided)
Chi-Square Tests
,000
b
,000 ,000
Pearson Chi-Square
Likelihood Ratio
Fisher's Exact Test
Linear-by-Linear
Association
N of Valid Cases
Sig. Lower Bound Upper Bound
99% Confidence Interval
Monte Carlo Sig. (1-sided)
12 cells (100,0%) have expected count less than 5. The minimum expected count is 1,67.
a.
Based on 10000 sampled tables with starting seed 1487459085.
b.
The standardized statistic is -5,265.
c.
GET
FILE='C:\A\Consul07\Marcia Vaz\bd01.sav'.
USE ALL.
COMPUTE filter_$=( ~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G')).
VARIABLE LABEL filter_$ " ~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G') (FILTER)".
VALUE LABELS filter_$ 0 'Not Selected' 1 'Selected'.
FORMAT filter_$ (f1.0).
FILTER BY filter
_
$.
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 3
3/10/2007
EXECUTE .
ONEWAY
MACRÓFAGOS GIGANTÓCITOS LINFÓCITOS BY dia
/STATISTICS DESCRIPTIVES HOMOGENEITY
/MISSING ANALYSIS
/POSTHOC = T3 ALPHA(.05).
Onewa
y
Descriptives
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 1,00 ,000 ,000 1,00 1,00
6 1,50 ,548 ,224 ,93 2,07
6 2,17 ,408 ,167 1,74 2,60
6 2,83 ,408 ,167 2,40 3,26
6 2,33 ,516 ,211 1,79 2,88
36 1,64 1,018 ,170 1,29 1,98
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 ,67 ,516 ,211 ,12 1,21
6 1,00 ,000 ,000 1,00 1,00
6 2,50 ,548 ,224 1,93 3,07
6 2,00 ,000 ,000 2,00 2,00
6 2,00 ,000 ,000 2,00 2,00
36 1,36 ,931 ,155 1,05 1,68
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 1,00 ,000 ,000 1,00 1,00
6 2,83 ,408 ,167 2,40 3,26
6 2,33 ,516 ,211 1,79 2,88
6 1,17 ,408 ,167 ,74 1,60
6 1,00 ,000 ,000 1,00 1,00
36 1,39 ,994 ,166 1,05 1,73
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
N Mean Std. Deviation Std. Error Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval for
Mean
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
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3/10/2007
Descriptives
0 0
1 1
1 2
2 3
2 3
2 3
0 3
0 0
0 1
1 1
2 3
2 2
2 2
0 3
0 0
1 1
2 3
2 3
1 2
1 1
0 3
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
Minimum Maximum
Test of Homogeneity of Variances
9,188 5 30 ,000
72,625 5 30 ,000
7,500 5 30 ,000
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
Levene
Statistic
df1 df2 Sig.
ANOVA
31,806 5 6,361 42,407 ,000
4,500 30 ,150
36,306 35
27,472 5 5,494 58,176 ,000
2,833 30 ,094
30,306 35
31,556 5 6,311 63,111 ,000
3,000 30 ,100
34,556 35
Between Groups
Within Groups
Total
Between Groups
Within Groups
Total
Between Groups
Within Groups
Total
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
Sum of
Squares
df Mean Square F Sig.
Post Hoc Tests
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
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3/10/2007
Multiple Comparisons
Dunnett T3
-1,000 ,000 . -1,00 -1,00
-1,500* ,224 ,010 -2,53 -,47
-2,167* ,167 ,000 -2,94 -1,40
-2,833* ,167 ,000 -3,60 -2,06
-2,333* ,211 ,001 -3,31 -1,36
1,000 ,000 . 1,00 1,00
-,500 ,224 ,470 -1,53 ,53
-1,167* ,167 ,008 -1,94 -,40
-1,833* ,167 ,001 -2,60 -1,06
-1,333* ,211 ,013 -2,31 -,36
1,500* ,224 ,010 ,47 2,53
,500 ,224 ,470 -,53 1,53
-,667 ,279 ,348 -1,71 ,38
-1,333* ,279 ,011 -2,38 -,29
-,833 ,307 ,218 -1,96 ,30
2,167* ,167 ,000 1,40 2,94
1,167* ,167 ,008 ,40 1,94
,667 ,279 ,348 -,38 1,71
-,667 ,236 ,184 -1,53 ,20
-,167 ,269 1,000 -1,17 ,83
2,833* ,167 ,000 2,06 3,60
1,833* ,167 ,001 1,06 2,60
1,333* ,279 ,011 ,29 2,38
,667 ,236 ,184 -,20 1,53
,500 ,269 ,637 -,50 1,50
2,333* ,211 ,001 1,36 3,31
1,333* ,211 ,013 ,36 2,31
,833 ,307 ,218 -,30 1,96
,167 ,269 1,000 -,83 1,17
-,500 ,269 ,637 -1,50 ,50
-,667 ,211 ,191 -1,64 ,31
-1,000 ,000 . -1,00 -1,00
-2,500* ,224 ,001 -3,53 -1,47
-2,000 ,000 . -2,00 -2,00
-2,000 ,000 . -2,00 -2,00
,667 ,211 ,191 -,31 1,64
-,333 ,211 ,788 -1,31 ,64
-1,833* ,307 ,002 -2,96 -,70
-1,333* ,211 ,013 -2,31 -,36
-1,333* ,211 ,013 -2,31 -,36
1,000 ,000 . 1,00 1,00
,333 ,211 ,788 -,64 1,31
-1,500* ,224 ,010 -2,53 -,47
-1,000 ,000 . -1,00 -1,00
-1,000 ,000 . -1,00 -1,00
2,500* ,224 ,001 1,47 3,53
1,833* ,307 ,002 ,70 2,96
1,500* ,224 ,010 ,47 2,53
,500 ,224 ,470 -,53 1,53
,500 ,224 ,470 -,53 1,53
(J) dia
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
(I) dia
1
2
3
7
21
30
1
2
3
7
Dependent Variable
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
Mean
Difference
(I-J)
Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 6
3/10/2007
Multiple Comparisons
Dunnett T3
2,000 ,000 . 2,00 2,00
1,333* ,211 ,013 ,36 2,31
1,000 ,000 . 1,00 1,00
-,500 ,224 ,470 -1,53 ,53
,000 ,000 . ,00 ,00
2,000 ,000 . 2,00 2,00
1,333* ,211 ,013 ,36 2,31
1,000 ,000 . 1,00 1,00
-,500 ,224 ,470 -1,53 ,53
,000 ,000 . ,00 ,00
-1,000 ,000 . -1,00 -1,00
-2,833* ,167 ,000 -3,60 -2,06
-2,333* ,211 ,001 -3,31 -1,36
-1,167* ,167 ,008 -1,94 -,40
-1,000 ,000 . -1,00 -1,00
1,000 ,000 . 1,00 1,00
-1,833* ,167 ,001 -2,60 -1,06
-1,333* ,211 ,013 -2,31 -,36
-,167 ,167 ,980 -,94 ,60
,000 ,000 . ,00 ,00
2,833* ,167 ,000 2,06 3,60
1,833* ,167 ,001 1,06 2,60
,500 ,269 ,637 -,50 1,50
1,667* ,236 ,000 ,80 2,53
1,833* ,167 ,001 1,06 2,60
2,333* ,211 ,001 1,36 3,31
1,333* ,211 ,013 ,36 2,31
-,500 ,269 ,637 -1,50 ,50
1,167* ,269 ,020 ,17 2,17
1,333* ,211 ,013 ,36 2,31
1,167* ,167 ,008 ,40 1,94
,167 ,167 ,980 -,60 ,94
-1,667* ,236 ,000 -2,53 -,80
-1,167* ,269 ,020 -2,17 -,17
,167 ,167 ,980 -,60 ,94
1,000 ,000 . 1,00 1,00
,000 ,000 . ,00 ,00
-1,833* ,167 ,001 -2,60 -1,06
-1,333* ,211 ,013 -2,31 -,36
-,167 ,167 ,980 -,94 ,60
(J) dia
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
(I) dia
21
30
1
2
3
7
21
30
Dependent Variable
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
Mean
Difference
(I-J)
Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval
The mean difference is significant at the .05 level.
*.
GET DATA /TYPE=XLS
/FILE='C:\A\Consul07\Marcia Vaz\dados Márcia Vaz3.xls'
/SHEET=name 'VMM_CTI'
/CELLRANGE=full
/READNAMES=on .
USE ALL.
COMPUTE filter_$=( ~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G')).
VARIABLE LABEL filter_$ " ~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G') (FILTER)".
VALUE LABELS filter_$ 0 'Not Selected' 1 'Selected'.
FORMAT filter_$ (f1.0).
FILTER BY filter_$.
EXECUTE .
VAR LABELS média 'Tipo 3' .
ONEWAY
média tipo1 BY dia
/STATISTICS DESCRIPTIVES HOMOGENEITY
/MISSING ANALYSIS
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 7
3/10/2007
/POSTHOC = T3 ALPHA(.05).
Onewa
y
Descriptives
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 ,03 ,052 ,021 -,02 ,09
6 2,37 ,361 ,148 1,99 2,75
6 5,33 ,301 ,123 5,02 5,65
6 26,87 3,112 1,271 23,60 30,13
6 17,65 2,639 1,077 14,88 20,42
36 8,71 10,363 1,727 5,20 12,21
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 23,85 2,117 ,864 21,63 26,07
6 21,02 2,931 1,196 17,94 24,09
36 7,48 10,844 1,807 3,81 11,15
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
média Tipo 3
tipo1
N Mean Std. Deviation Std. Error Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval for
Mean
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 8
3/10/2007
Descriptives
0 0
0 0
2 3
5 6
24 32
15 22
0 32
0 0
0 0
0 0
0 0
21 27
16 24
0 27
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
média Tipo 3
tipo1
Minimum Maximum
Test of Homogeneity of Variances
7,458 5 30 ,000
8,136 5 30 ,000
média Tipo 3
tipo1
Levene
Statistic
df1 df2 Sig.
ANOVA
3674,259 5 734,852 261,301 ,000
84,368 30 2,812
3758,628 35
4050,119 5 810,024 371,779 ,000
65,363 30 2,179
4115,482 35
Between Groups
Within Groups
Total
Between Groups
Within Groups
Total
média Tipo 3
tipo1
Sum of
Squares
df Mean Square F Sig.
Post Hoc Tests
Multiple Comparisons
Dunnett T3
-,033 ,021 ,788 -,13 ,06
-2,367* ,148 ,000 -3,05 -1,69
-5,333* ,123 ,000 -5,90 -4,77
-26,867* 1,271 ,000 -32,72 -21,01
-17,650* 1,077 ,000 -22,62 -12,68
,033 ,021 ,788 -,06 ,13
-2,333* ,149 ,000 -3,01 -1,66
-5,300* ,125 ,000 -5,86 -4,74
-26,833* 1,271 ,000 -32,69 -20,98
-17,617* 1,077 ,000 -22,58 -12,65
(J) dia
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
(I) dia
1
2
Dependent Variable
média Tipo 3
Mean
Difference
(I-J)
Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 9
3/10/2007
Multiple Comparisons
Dunnett T3
2,367* ,148 ,000 1,69 3,05
2,333* ,149 ,000 1,66 3,01
-2,967* ,192 ,000 -3,68 -2,26
-24,500* 1,279 ,000 -30,33 -18,67
-15,283* 1,087 ,000 -20,21 -10,35
5,333* ,123 ,000 4,77 5,90
5,300* ,125 ,000 4,74 5,86
2,967* ,192 ,000 2,26 3,68
-21,533* 1,277 ,000 -27,37 -15,70
-12,317* 1,084 ,001 -17,26 -7,37
26,867* 1,271 ,000 21,01 32,72
26,833* 1,271 ,000 20,98 32,69
24,500* 1,279 ,000 18,67 30,33
21,533* 1,277 ,000 15,70 27,37
9,217* 1,666 ,004 3,05 15,38
17,650* 1,077 ,000 12,68 22,62
17,617* 1,077 ,000 12,65 22,58
15,283* 1,087 ,000 10,35 20,21
12,317* 1,084 ,001 7,37 17,26
-9,217* 1,666 ,004 -15,38 -3,05
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
-23,850* ,864 ,000 -27,84 -19,86
-21,017* 1,196 ,000 -26,53 -15,50
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
-23,850* ,864 ,000 -27,84 -19,86
-21,017* 1,196 ,000 -26,53 -15,50
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
-23,850* ,864 ,000 -27,84 -19,86
-21,017* 1,196 ,000 -26,53 -15,50
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
-23,850* ,864 ,000 -27,84 -19,86
-21,017* 1,196 ,000 -26,53 -15,50
23,850* ,864 ,000 19,86 27,84
23,850* ,864 ,000 19,86 27,84
23,850* ,864 ,000 19,86 27,84
23,850* ,864 ,000 19,86 27,84
2,833 1,476 ,602 -2,72 8,38
21,017* 1,196 ,000 15,50 26,53
21,017* 1,196 ,000 15,50 26,53
21,017* 1,196 ,000 15,50 26,53
21,017* 1,196 ,000 15,50 26,53
-2,833 1,476 ,602 -8,38 2,72
(J) dia
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
(I) dia
3
7
21
30
1
2
3
7
21
30
Dependent Variable
média Tipo 3
tipo1
Mean
Difference
(I-J)
Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval
The mean difference is significant at the .05 level.
*.
USE ALL.
COMPUTE filter_$=(~ (CASO = '30G' OR CASO = '21G') AND dia > 1).
VARIABLE LABEL filter_$ 'dia > 1 (FILTER)'.
VALUE LABELS filter_$ 0 'Not Selected' 1 'Selected'.
FORMAT filter_$ (f1.0).
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 10
3/10/2007
FILTER BY filter_$.
EXECUTE .
ONEWAY
relacao BY dia
/STATISTICS DESCRIPTIVES HOMOGENEITY
/MISSING ANALYSIS
/POSTHOC = T3 ALPHA(.05).
Onewa
y
Descriptives
relacao
2 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00 0 0
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00 0 0
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00 0 0
6 ,90 ,121 ,049 ,77 1,02 1 1
6 1,20 ,106 ,043 1,08 1,31 1 1
26 ,48 ,546 ,107 ,26 ,70 0 1
2
3
7
21
30
Total
N Mean Std. Deviation Std. Error Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval for
Mean
Minimum Maximum
Test of Homogeneity of Variances
relacao
4,851 4 21 ,006
Levene
Statistic
df1 df2 Sig.
ANOVA
relacao
7,336 4 1,834 297,566 ,000
,129 21 ,006
7,466 25
Between Groups
Within Groups
Total
Sum of
Squares
df Mean Square F Sig.
Post Hoc Tests
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 11
3/10/2007
Multiple Comparisons
Dependent Variable: relacao
Dunnett T3
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
-,897* ,049 ,000 -1,11 -,68
-1,195* ,043 ,000 -1,38 -1,01
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
-,897* ,049 ,000 -1,11 -,68
-1,195* ,043 ,000 -1,38 -1,01
,000 ,000 . ,00 ,00
,000 ,000 . ,00 ,00
-,897* ,049 ,000 -1,11 -,68
-1,195* ,043 ,000 -1,38 -1,01
,897* ,049 ,000 ,68 1,11
,897* ,049 ,000 ,68 1,11
,897* ,049 ,000 ,68 1,11
-,299* ,066 ,010 -,53 -,07
1,195* ,043 ,000 1,01 1,38
1,195* ,043 ,000 1,01 1,38
1,195* ,043 ,000 1,01 1,38
,299* ,066 ,010 ,07 ,53
(J) dia
3
7
21
30
2
7
21
30
2
3
21
30
2
3
7
30
2
3
7
21
(I) dia
2
3
7
21
30
Mean
Difference
(I-J)
Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval
The mean difference is significant at the .05 level.
*.
SORT CASES BY dia .
SPLIT FILE
SEPARATE BY dia .
T-TEST
PAIRS = média WITH tipo1 (PAIRED)
/CRITERIA = CI(.95)
/MISSING = ANALYSIS.
T-Test
dia = 2
Paired Samples Statistics
a
,03 6 ,052 ,021
,00 6 ,000 ,000
média Tipo 3
tipo1
Pair
1
Mean N Std. Deviation
Std. Error
Mean
dia = 2
a.
Paired Samples Correlations
a
6 . .
média Tipo 3 & tipo1Pair 1
N Correlation Sig.
dia = 2
a.
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 12
3/10/2007
Paired Samples Test
a
,033 ,052 ,021 -,021 ,088 1,581 5 ,175
média Tipo 3 - tipo1Pair 1
Mean Std. Deviation
Std. Error
Mean
Lower Upper
95% Confidence
Interval of the
Difference
Paired Differences
t df Sig. (2-tailed)
dia = 2
a.
dia = 3
Paired Samples Statistics
a
2,37 6 ,361 ,148
,00 6 ,000 ,000
média Tipo 3
tipo1
Pair
1
Mean N Std. Deviation
Std. Error
Mean
dia = 3
a.
Paired Samples Correlations
a
6 . .
média Tipo 3 & tipo1Pair 1
N Correlation Sig.
dia = 3
a.
Paired Samples Test
a
2,367 ,361 ,148 1,987 2,746 16,037 5 ,000
média Tipo 3 - tipo1Pair 1
Mean Std. Deviation
Std. Error
Mean
Lower Upper
95% Confidence
Interval of the
Difference
Paired Differences
t df Sig. (2-tailed)
dia = 3
a.
dia = 7
Paired Samples Statistics
a
5,33 6 ,301 ,123
,00 6 ,000 ,000
média Tipo 3
tipo1
Pair
1
Mean N Std. Deviation
Std. Error
Mean
dia = 7
a.
Paired Samples Correlations
a
6 . .
média Tipo 3 & tipo1Pair 1
N Correlation Sig.
dia = 7
a.
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 13
3/10/2007
Paired Samples Test
a
5,333 ,301 ,123 5,017 5,649 43,386 5 ,000
média Tipo 3 - tipo1Pair 1
Mean Std. Deviation
Std. Error
Mean
Lower Upper
95% Confidence
Interval of the
Difference
Paired Differences
t df Sig. (2-tailed)
dia = 7
a.
dia = 21
Paired Samples Statistics
a
26,87 6 3,112 1,271
23,85 6 2,117 ,864
média Tipo 3
tipo1
Pair
1
Mean N Std. Deviation
Std. Error
Mean
dia = 21
a.
Paired Samples Correlations
a
6 -,017 ,974
média Tipo 3 & tipo1Pair 1
N Correlation Sig.
dia = 21
a.
Paired Samples Test
a
3,017 3,794 1,549 -,965 6,999 1,947 5 ,109
média Tipo 3 - tipo1Pair 1
Mean Std. Deviation
Std. Error
Mean
Lower Upper
95% Confidence
Interval of the
Difference
Paired Differences
t df Sig. (2-tailed)
dia = 21
a.
dia = 30
Paired Samples Statistics
a
17,65 6 2,639 1,077
21,02 6 2,931 1,196
média Tipo 3
tipo1
Pair
1
Mean N Std. Deviation
Std. Error
Mean
dia = 30
a.
Paired Samples Correlations
a
6 ,816 ,048
média Tipo 3 & tipo1Pair 1
N Correlation Sig.
dia = 30
a.
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 14
3/10/2007
Paired Samples Test
a
-3,367 1,714 ,700 -5,166 -1,568 -4,811 5 ,005
média Tipo 3 - tipo1Pair 1
Mean Std. Deviation
Std. Error
Mean
Lower Upper
95% Confidence
Interval of the
Difference
Paired Differences
t df Sig. (2-tailed)
dia = 30
a.
split file off .
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04 n=36.spo
VNH - Page 15
3/10/2007
ONEWAY
MACRÓFAGOS GIGANTÓCITOS LINFÓCITOS BY dia
/STATISTICS DESCRIPTIVES HOMOGENEITY
/MISSING ANALYSIS
/POSTHOC = Tukey ALPHA(.05).
Onewa
y
Descriptives
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 1,00 ,000 ,000 1,00 1,00
6 1,50 ,548 ,224 ,93 2,07
6 2,17 ,408 ,167 1,74 2,60
6 2,83 ,408 ,167 2,40 3,26
6 2,33 ,516 ,211 1,79 2,88
36 1,64 1,018 ,170 1,29 1,98
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 ,67 ,516 ,211 ,12 1,21
6 1,00 ,000 ,000 1,00 1,00
6 2,50 ,548 ,224 1,93 3,07
6 2,00 ,000 ,000 2,00 2,00
6 2,00 ,000 ,000 2,00 2,00
36 1,36 ,931 ,155 1,05 1,68
6 ,00 ,000 ,000 ,00 ,00
6 1,00 ,000 ,000 1,00 1,00
6 2,83 ,408 ,167 2,40 3,26
6 2,33 ,516 ,211 1,79 2,88
6 1,17 ,408 ,167 ,74 1,60
6 1,00 ,000 ,000 1,00 1,00
36 1,39 ,994 ,166 1,05 1,73
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
N Mean Std. Deviation Std. Error Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval for
Mean
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04a n=36.spo
VNH - Page 1
3/10/2007
Descriptives
0 0
1 1
1 2
2 3
2 3
2 3
0 3
0 0
0 1
1 1
2 3
2 2
2 2
0 3
0 0
1 1
2 3
2 3
1 2
1 1
0 3
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
1
2
3
7
21
30
Total
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
Minimum Maximum
Test of Homogeneity of Variances
9,188 5 30 ,000
72,625 5 30 ,000
7,500 5 30 ,000
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
Levene
Statistic
df1 df2 Sig.
ANOVA
31,806 5 6,361 42,407 ,000
4,500 30 ,150
36,306 35
27,472 5 5,494 58,176 ,000
2,833 30 ,094
30,306 35
31,556 5 6,311 63,111 ,000
3,000 30 ,100
34,556 35
Between Groups
Within Groups
Total
Between Groups
Within Groups
Total
Between Groups
Within Groups
Total
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
Sum of
Squares
df Mean Square F Sig.
Post Hoc Tests
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04a n=36.spo
VNH - Page 2
3/10/2007
Multiple Comparisons
Tukey HSD
-1,000* ,224 ,001 -1,68 -,32
-1,500* ,224 ,000 -2,18 -,82
-2,167* ,224 ,000 -2,85 -1,49
-2,833* ,224 ,000 -3,51 -2,15
-2,333* ,224 ,000 -3,01 -1,65
1,000* ,224 ,001 ,32 1,68
-,500 ,224 ,252 -1,18 ,18
-1,167* ,224 ,000 -1,85 -,49
-1,833* ,224 ,000 -2,51 -1,15
-1,333* ,224 ,000 -2,01 -,65
1,500* ,224 ,000 ,82 2,18
,500 ,224 ,252 -,18 1,18
-,667 ,224 ,057 -1,35 ,01
-1,333* ,224 ,000 -2,01 -,65
-,833* ,224 ,009 -1,51 -,15
2,167* ,224 ,000 1,49 2,85
1,167* ,224 ,000 ,49 1,85
,667 ,224 ,057 -,01 1,35
-,667 ,224 ,057 -1,35 ,01
-,167 ,224 ,974 -,85 ,51
2,833* ,224 ,000 2,15 3,51
1,833* ,224 ,000 1,15 2,51
1,333* ,224 ,000 ,65 2,01
,667 ,224 ,057 -,01 1,35
,500 ,224 ,252 -,18 1,18
2,333* ,224 ,000 1,65 3,01
1,333* ,224 ,000 ,65 2,01
,833* ,224 ,009 ,15 1,51
,167 ,224 ,974 -,51 ,85
-,500 ,224 ,252 -1,18 ,18
-,667* ,177 ,009 -1,21 -,13
-1,000* ,177 ,000 -1,54 -,46
-2,500* ,177 ,000 -3,04 -1,96
-2,000* ,177 ,000 -2,54 -1,46
-2,000* ,177 ,000 -2,54 -1,46
,667* ,177 ,009 ,13 1,21
-,333 ,177 ,434 -,87 ,21
-1,833* ,177 ,000 -2,37 -1,29
-1,333* ,177 ,000 -1,87 -,79
-1,333* ,177 ,000 -1,87 -,79
1,000* ,177 ,000 ,46 1,54
,333 ,177 ,434 -,21 ,87
-1,500* ,177 ,000 -2,04 -,96
-1,000* ,177 ,000 -1,54 -,46
-1,000* ,177 ,000 -1,54 -,46
2,500* ,177 ,000 1,96 3,04
1,833* ,177 ,000 1,29 2,37
1,500* ,177 ,000 ,96 2,04
,500 ,177 ,082 -,04 1,04
,500 ,177 ,082 -,04 1,04
(J) dia
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
(I) dia
1
2
3
7
21
30
1
2
3
7
Dependent Variable
MACRÓFAGOS
GIGANTÓCITOS
Mean
Difference
(I-J)
Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04a n=36.spo
VNH - Page 3
3/10/2007
Multiple Comparisons
Tukey HSD
2,000* ,177 ,000 1,46 2,54
1,333* ,177 ,000 ,79 1,87
1,000* ,177 ,000 ,46 1,54
-,500 ,177 ,082 -1,04 ,04
,000 ,177 1,000 -,54 ,54
2,000* ,177 ,000 1,46 2,54
1,333* ,177 ,000 ,79 1,87
1,000* ,177 ,000 ,46 1,54
-,500 ,177 ,082 -1,04 ,04
,000 ,177 1,000 -,54 ,54
-1,000* ,183 ,000 -1,56 -,44
-2,833* ,183 ,000 -3,39 -2,28
-2,333* ,183 ,000 -2,89 -1,78
-1,167* ,183 ,000 -1,72 -,61
-1,000* ,183 ,000 -1,56 -,44
1,000* ,183 ,000 ,44 1,56
-1,833* ,183 ,000 -2,39 -1,28
-1,333* ,183 ,000 -1,89 -,78
-,167 ,183 ,940 -,72 ,39
,000 ,183 1,000 -,56 ,56
2,833* ,183 ,000 2,28 3,39
1,833* ,183 ,000 1,28 2,39
,500 ,183 ,097 -,06 1,06
1,667* ,183 ,000 1,11 2,22
1,833* ,183 ,000 1,28 2,39
2,333* ,183 ,000 1,78 2,89
1,333* ,183 ,000 ,78 1,89
-,500 ,183 ,097 -1,06 ,06
1,167* ,183 ,000 ,61 1,72
1,333* ,183 ,000 ,78 1,89
1,167* ,183 ,000 ,61 1,72
,167 ,183 ,940 -,39 ,72
-1,667* ,183 ,000 -2,22 -1,11
-1,167* ,183 ,000 -1,72 -,61
,167 ,183 ,940 -,39 ,72
1,000* ,183 ,000 ,44 1,56
,000 ,183 1,000 -,56 ,56
-1,833* ,183 ,000 -2,39 -1,28
-1,333* ,183 ,000 -1,89 -,78
-,167 ,183 ,940 -,72 ,39
(J) dia
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
2
3
7
21
30
1
3
7
21
30
1
2
7
21
30
1
2
3
21
30
1
2
3
7
30
1
2
3
7
21
(I) dia
21
30
1
2
3
7
21
30
Dependent Variable
GIGANTÓCITOS
LINFÓCITOS
Mean
Difference
(I-J)
Std. Error Sig. Lower Bound Upper Bound
95% Confidence Interval
The mean difference is significant at the .05 level.
*.
C:\A\Consul07\Marcia Vaz\List04a n=36.spo
VNH - Page 4
3/10/2007
========================================
DESCRIBE Version 1.55
Wednesday, 3rd October 2007, 17:51.
========================================
------------------------------------------
Sequence of rates or proportions or ratios
------------------------------------------
DATA:
Scores, numerators, and denominators:
1: 0, 6; 2: 0, 6; 3: 0, 6; 4: 0, 6;
5: 4, 6; 6: 6, 6;
RESULTS:
Tests:
Cochrane-Armitage test for linear trend:
chi-sq = 20.94 (DF: 1) P = 0.000 [ 4.8E-6 ]
Test for departure from linear trend:
chi-sq = 8.42 ( DF: 4) P = 0.077
Test for any variation:
total chi-sq = 29.35 (DF: 5) P = 0.000 [ 2.0E-5 ]
Note: 7 cells (of 12) have an expected frequency of <5
6 cells have an expected frequency of <2
Mantel test for trend:
chi-sq = 20.35 (DF: 1) P = 0.000 [ 6.4E-6 ]
Multiple pairwise comparisons (Tukey procedure):
(observations numbered #1 to #6)
Pair Rates per Ratio P
1000
#1,#6 0.0, 1000.0 0.000 P < 0.001
#2,#6 0.0, 1000.0 0.000 P < 0.001
#3,#6 0.0, 1000.0 0.000 P < 0.001
#4,#6 0.0, 1000.0 0.000 P < 0.001
No other difference is significant (P < 0.05).
Avaliação histológica - resultados descritivos
CASO dia NEUTRÓFILOS MACRÓFAGOS GIGANTÓCITOS LINFÓCITOS
1A 1 1 0 0 0
1B 1 1 0 0 0
1C 1 1 0 0 0
1D 1 1 0 0 0
1E 1 1 0 0 0
1F 1 1 0 0 0
2A 2 1 1 1 1
2B 2 1 1 1 1
2C 2 1 1 1 1
2D 2 1 1 0 1
2E 2 1 1 0 1
2F 2 1 1 1 1
3A 3 1 2 1 3
3B 3 1 1 1 3
3C 3 1 2 1 3
3D 3 1 1 1 2
3E 3 1 1 1 3
3F 3 1 2 1 3
7A 7 1 2 2 2
7B 7 1 2 2 2
7C 7 1 2 3 3
7D 7 1 2 3 3
7E 7 1 2 2 2
7F 7 1 3 3 2
21A 21 0 3 2 1
21B 21 0 3 2 1
21C 21 0 3 2 1
21D 21 0 3 2 1
21E 21 1 3 2 1
21F 21 1 2 2 2
30A 30 0 2 2 1
30B 30 0 3 2 1
30C 30 0 3 2 1
30D 30 0 2 2 1
30E 30 0 2 2 1
30F 30 0 2 2 1
Videomorfometria sob luz polarizada - coloração picrossírius - colágeno total
CASO dia CAMPO 1 CAMPO 2 CAMPO 3 CAMPO 4 CAMPO 5 CAMPO 6 CAMPO 7 CAMPO 8 CAMPO 9 CAMPO 10 MÉDIA
1A 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1B 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1C 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1D 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1E 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1F 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
2A 2 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0
2B 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
2C 2 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0
2D 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
2E 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
2F 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
3A 3 5 4 2 1 0 6 1 1 5 1
3B 3 2 4 6 4 2 0 0 1 2 1
3C 3 0 5 4 2 4 0 2 2 1 0
3D 3 5 4 1 2 0 0 2 1 4 1
3E 3 3 4 5 1 2 0 0 1 5 4
3F 3 0 0 5 0 4 4 2 4 6 4
7A 7 6 10 2 4 4 8 1 3 7 5
7B 7 8 5 7 10 6 5 3 9 2 4
7C 7 9 8 3 7 2 5 6 5 5 2
7D 7 10 5 2 8 3 4 9 2 5 5
7E 7 8 5 3 9 4 6 7 5 5 1
7F 7 10 9 5 7 3 2 3 1 8 5
21A 21 65 55 45 75 70 80 12 32 51 50
21B 21 50 35 45 25 65 50 40 45 50 40
21C 21 40 75 10 50 45 60 45 60 55 45
21D 21 55 58 60 45 45 55 65 45 65 55
21E 21 45 50 55 65 45 45 55 60 50 40
21F 21 40 45 55 65 60 55 45 45 55 55
30A 30 20 50 25 30 30 25 20 40 20 50
30B 30 50 20 30 50 40 45 35 50 30 25
30C 30 10 50 20 25 25 30 30 40 50 70
30D 30 30 50 50 40 50 50 45 50 55 40
30E 30 35 40 45 35 40 50 30 50 40 45
30F 30 45 50 40 35 25 45 60 25 45 45
- Cada coluna corresponde a um campo de grande aumento (200x)
- Os valores estão expressos em % de fibrose (colágeno total) por campo, considerando como 100% o campo
microscopico.
% Fibras Verdes (videomorfometria) - % Média fibras de colágeno tipo III
% Média fibras colágeno tipo I
Relação colágeno tipo I/tipo III
CASO dia
%fverdes/campo1
campo2 campo3 campo4 campo5 campo6 campo7 campo8 campo9 campo10 média tipo 3 media tipo1 relacao I/III
1A 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
1B 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
1C 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
1D 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
1E 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
1F 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
2A 2 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0,1 0
2B 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
2C 2 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0,1 0
2D 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
2E 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
2F 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 #DIV/0!
3A 3 5 4 2 1 0 6 1 1 5 1 2,6 0
3B 3 2 4 6 4 2 0 0 1 2 1 2,2 0
3C 3 0 5 4 2 4 0 2 2 1 0 2 0
3D 3 5 4 1 2 0 0 2 1 4 1 2 0
3E 3 3 4 5 1 2 0 0 1 5 4 2,5 0
3F 3 0 0 5 0 4 4 2 4 6 4 2,9 0
7A 7 6 10 2 4 4 8 1 3 7 5 5 0
7B 7 8 5 7 10 6 5 3 9 2 4 5,9 0
7C 7 9 8 3 7 2 5 6 5 5 2 5,2 0
7D 7 10 5 2 8 3 4 9 2 5 5 5,3 0
7E 7 8 5 3 9 4 6 7 5 5 1 5,3 0
7F 7 10 9 5 7 3 2 3 1 8 5 5,3 0
21A 21 35 30 25 37 35 42 6 17 26 30 28,3 25,2
0,890459364
21B 21 28 19 25 13 35 30 25 20 25 19 23,9 20,6
0,861924686
21C 21 20 37 8 20 25 30 25 35 20 25 24,5 24
0,979591837
21D 21 30 41 35 20 30 30 29 31 41 36 32,3 22,5
0,696594427
21E 21 25 20 25 35 19 24 37 38 27 19 26,9 24,1
0,895910781
21F 21 18 23 28 32 31 26 24 23 25 23 25,3 26,7
1,055335968
30A 30 12 26 14 13 12 10 10 15 10 25 14,7 16,3
1,108843537
30B 30 24 9 13 21 16 21 17 26 13 11 17,1 20,4
1,192982456
30C 30 4 23 15 10 11 12 14 13 19 32 15,3 19,7
1,287581699
30D 30 14 21 23 23 19 26 20 23 28 19 21,6 24,4
1,12962963
30E 30 16 11 21 16 19 23 12 24 11 21 17,4 23,6
1,356321839
30F 30 19 27 20 17 18 24 32 12 10 19 19,8 21,7
1,095959596
Colágeno total, tipo I e tipo III - coloração Picrossírius - videomorfometria sob luz polarizada
DIA n MEDIA COLÁGENO TOTAL MEDIA COLAGENO I MEDIA COLÁGENO III Relação tipo I/tipo III
1 6 0 0 (0%) 0 (0%)
2 6 0,03 0 (0%) 0,03 (100%)
3 6 2,37 0 (0%) 2,37 (100%)
7 6 5,33 0 (0%) 5,33 (100%)
21 7 50,71 23,85 26,87 0,9
30 7 38,67 21,02 17,65 1,2
Colágeno total = media % fibrose /campo
Colágeno tipo I = media % fibras verdes/campo
Colágeno tipo III = media % fibras vermelhas/campo
57
ANEXO A - RESOLUÇÃO DA COMISSÃO CIENTÍFICA E COMISSÃO DE
PESQUISA E ÉTICA EM SAÚDE
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