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DENISE ALVES LOPES
ESTRUTURA GENÉTICA DE POPULAÇÕES EM TÉRMITAS SUBTERRÂNEOS
DE UMA ÁREA URBANA
MARINGÁ
PARANÁ – BRASIL
NOVEMBRO – 2005
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DENISE ALVES LOPES
ESTRUTURA GENÉTICA DE POPULAÇÕES EM TÉRMITAS SUBTERRÂNEOS
DE UMA ÁREA URBANA
Dissertação apresentada à Universidade
Estadual de Maringá, como parte das
exigências do Programa de Pós-Graduação
em Genética e Melhoramento, para
obtenção do título de Mestre.
MARINGÁ
PARANÁ – BRASIL
NOVEMBRO – 2005
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Dados Internacionais de Catalogação-na-Publicação (CIP)
(Biblioteca Central - UEM, Maringá – PR., Brasil)
Lopes, Denise Alves
L864e Estrutura genética de populações em térmitas
subterrâneos de uma área urbana / Denise Alves
Lopes. -- Maringá : [s.n.], 2005.
54f. : il. Color., figs., tabs.
Orientadora : Profª Drª Maria Claudia Colla
Ruvolo Takasusuki.
Dissertação (mestrado) - Universidade Estadual de
Maringá. Programa de Pós-Graduação em Genética e
Melhoramento, 2005.
1. Térmitas subterrâneos - Genética de
populações. I. Universidade Estadual de Maringá.
Programa de Pós-Graduação em Genética e
Melhoramento. II. Título.
CDD 21.ed. 595.736
Permitida a cópia total ou parcial deste documento, desde que citada a fonte
(A autora)
ii
Dedico esta dissertação à minha querida filha Ana Beatriz, e aos meus pais que
sempre me apoiaram em mais esta conquista.
iii
AGRADECIMENTOS
A Deus que meu deu forças, oportunidade e condições para realização
deste trabalho e de estar em um ambiente de trabalho agradável e familiar.
Ao Programa de Pós-graduação em Genética e Melhoramento da
Universidade Estadual de Maringá pela oportunidade da realização deste
trabalho.
À CAPES, pela bolsa de estudo concedida e apoio financeiro.
À minha orientadora Maria Claudia C. R. Takasusuki, uma profissional tão
querida, competente e dedicada nas horas de trabalho, com quem aprendi o
quanto é rico conviver com a diferença e valorizar a diversidade.
Aos Professores que gentilmente fizeram parte da banca: Silvia Helena
Sofia e Sandra A. de Oliveira Collet, e aos demais professores que de uma
maneira indireta contribuíram para realização deste trabalho: Ana Silvia Lapenta,
Maria de Fátima P. S. Machado, Claudete A. Mangolin, e Erasmo Renesto.
Aos Professores da Pós-graduação em Genética e Melhoramento, com
alguns dos quais, por meio das disciplinas cursadas, aprendi muito.
Aos Professores e funcionários do Departamento de Biologia Celular e
Genética que direta ou indiretamente contribuíram para a realização deste
trabalho.
Ao Prof. Dr. Reginaldo Constantino do Departamento de Zoologia da
Universidade de Brasília pela identificação dos térmitas analisados neste trabalho.
Ao Secretário do Programa de Pós-graduação em Genética e
Melhoramento, Francisco, pela ajuda e trabalho indispensáveis.
iv
Aos grandes amigos do curso de pós-graduação, pela companhia e
dedicação nas disciplinas cursadas.
Aos meus amigos dos Laboratórios: Cultura de Tecidos Vegetais e
Eletroforese e Genética de Animais: Tatiane, Adriana, Gleice Ana Lúcia e Luzia
pela amizade e companheirismo e paciência durante essa corrida jornada de
trabalho.
À Thaís que, mesmo longe, foi a pessoa fundamental na realização deste
trabalho.
Às minhas grandes amigas Débora, Dionízia e Liriana pela amizade,
confiança e carinho durante todos os momentos dedicados.
À minha grande família, principalmente, meus pais Graciete e Vitor que
tiveram muita paciência e dedicação e apoiaram-me ao longo da realização deste
trabalho e aos meus irmãos Fábio, Tico e Márcio, que foram os responsáveis por
mais esta conquista e pelo apoio nos momentos difíceis.
Especialmente, agradeço ao grande amor da minha vida, Ana Beatriz que
com a sua presença deu-me forças e serenidade para realização deste trabalho.
v
BIOGRAFIA
Denise Alves Lopes, filha de Vitor Pereira Lopes e Maria Graciete Alves
Lopes, nasceu em Umuarama, Estado do Paraná, no dia 26 de julho de 1979.
Formou-se em Ciências Biológicas, pela Universidade Estadual de
Maringá, em maio de 2004.
Em maio de 2004, matriculou-se no Programa de Pós-Graduação em
Genética e Melhoramento, em nível de Mestrado, na Universidade Estadual de
Maringá, realizando estudos na área de Análise Genética de Vertebrados e
Invertebrados Sociais.
vi
“Eu não tenho filosofia: tenho sentidos...
Se falo na Natureza não é porque saiba o que ela é.
Mas porque a amo, e amo-a por isso,
Porque quem ama nunca sabe o que ama
Nem por que ama, nem o que é amar...”
Fernando Pessoa
vii
SUMÁRIO
Página
LISTA DE TABELAS ....................................................................................... ix
LISTA DE FIGURAS ......................................................................................... x
RESUMO ........................................................................................................... xi
ABSTRACT ....................................................................................................... xiii
1. INTRODUÇÃO .............................................................................................. 1
2. REVISÃO DE LITERATURA ........................................................................ 5
2.1. Importância Ecológica dos Térmitas ...................................................... 5
2.2. Estrutura de População e Comportamento Social ................................ 7
2.3. Isozimas em Térmitas .............................................................................. 10
3. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................. 13
3.1. Material Biológico .................................................................................... 13
3.2. Preparo das Amostras.............................................................................. 14
3.3. Análises Eletroforéticas das Esterases (E.C. 3.1.1.1) .......................... 14
3.3.1. Preparo dos géis...................................................................................... 14
3.3.2. Corrida eletroforética................................................................................ 15
3.3.3. Coloração................................................................................................. 15
3.4. Análises Eletroforéticas das Isozimas: anidrase carbônica (E.C. 4.2.1.1) ,
fosfatase ácida (E.C. 3.1.3.2) e fosfatase alcalina (E.C.
3.1.3.1)......................................................................................................
16
3.4.1. Preparo dos géis...................................................................................... 16
3.4.2. Corrida eletroforética................................................................................ 16
viii
3.4.3. Revelação das regiões de atividade das isozimas.................................. 17
3.4.3.1. Fosfatase ácida (ACP) ......................................................................... 17
3.4.3.2. Fosfatase alcalina (AKP) ...................................................................... 17
3.4.3.3. Anidrase carbônica (CA) ...................................................................... 17
3.5. Análise Genética dos Resultados .......................................................... 18
4. Resultados e Discussão ............................................................................. 19
4.1. Subfamília Apicotermitinae .................................................................... 19
4.1.1. Anoplotermes ......................................................................................... 19
4.2. Subfamília Nasutitermitinae.................................................................... 28
4.2.1. Cornitermes cumulans ......................................................................... 28
4.2.2. Diversitermes diversimiles .................................................................. 31
4.2.3. Embiratermes heterotypus .................................................................. 34
4.3. Estrutura de Populações da Subfamília Nasutitermitinae ............................. 37
4.3.1. Subfamília Termitinae .......................................................................... 39
4.3.2. Dihoplotermes inusitatus .................................................................... 40
5. CONCLUSÕES ............................................................................................. 48
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................. 49
ix
LISTAS DE TABELAS
Página
Tabela 1 – Data de coleta dos térmitas, relação de ninho com as
espécies analisadas e número de indivíduos coletados
por ninho ............................................................................
13
Tabela 2 – Volumes dos componentes utilizados no preparo dos géis
de separação em poliacrilamida na concentração de 10%
e dos géis de empilhamento ..............................................
15
Tabela 3 – Número de locos polimórficos e porcentagem de
polimorfismo para cada espécie de térmitas analisada ....
25
Tabela 4 – Freqüência alélica das isozimas em térmitas Anoploterme .. 25
Tabela 5 – Heterozigosidade média de isozimas em Anoplotermes
para os 14 locos analisados ..............................................
26
Tabela 6 – Índice de Fixação (Fis) e Fst para os 14 locos das
isozimas analisados de Anoplotermes ...............................
27
Tabela 7 – Índice de Shannon (I) para os térmitas analisados ............ 27
Tabela 8 – Freqüência alélica das isozimas de térmitas Cornitermes
cumulans ............................................................................
30
Tabela 9 – Heterozigosidade média de isozimas em Cornitermes
cumulans para os 10 locos analisados ..............................
31
Tabela 10 – Freqüência alélica das isozimas de térmitas
Diversitermes diversimiles .................................................
32
Tabela 11 – Heterozigosidade média de isozimas em Diversitermes
diversimiles para os 12 locos analisados ...........................
34
Tabela 12 – Freqüência alélica das isozimas de térmitas
Embiratermes heterotypus .................................................
36
Tabela 13 – Heterozigosidade média de isozimas em Embiratermes
heterotypus para os 10 locos analisados ...........................
36
Tabela 14 – Freqüência alélica das isozimas da subfamília
Nasutermitinae ...................................................................
37
Tabela 15 – Heterozigosidade média de isozimas da subfamília
Nasutermitinae para os13 locos analisados ......................
38
Tabela 16 – Índice de Fixação (Fis), e Fst para os 13 locos das
isozimas analisados da subfamília Nasutitermitinae .........
39
Tabela 17 – Freqüência alélica das isozimas de térmitas
Dihoplotermes inusitatus ....................................................
41
x
LISTAS DE FIGURAS
Página
Figura 1. Padrão eletroforético de esterases de Anoplotermes sp D: 1,
2, 3, 4, 5, 6 e 7 indivíduos analisados ......................................
20
Figura 2. Padrão eletroforético de esterase de térmitas Anoplotermes
sp B: 4, 5, 6, 7 e 8 ....................................................................
21
Figura 3. Padrão eletroforético de esterases de Anoplotermes sp C: 1,
2, 3 e 4 (A), e 2, 3, 4 e 5 (B) ....................................................
22
Figura 4. Zimograma do padrão eletroforético da Fosfatase Ácida em
Térmitas .....................................................................................
23
Figura 5. Zimograma do padrão eletroforético da Fosfatase Alcalina em
Térmitas .....................................................................................
23
Figura 6. Padrão eletroforético da anidrase carbônica em Anoplote .......
24
Figura 7. Dendrograma baseado na distância de Nei (1978) e
similaridade pelo método de UPGMA do gênero
Anoplotermes ............................................................................
28
Figura 8. Padrão eletroforético de esterases de Cornitermes cumulans: 5,
6, 7, 8, 9 e 10 (A) e 7, 8, 9 e 10 (B) .............................................
29
Figura 9. Padrão eletroforético de esterases de Diversitermes
diversimiles: 10, 11, 12, 13, 14, 15 e 16 (A) e 1, 2, 3, 4 e 5 (B)
.................................................................................................
33
Figura 10. Padrão eletroforético de esterase de Embiratermes
heterotypus: 10, 11, 12 e 13 ......................................................
35
Figura 11. Dendrograma baseado na distância de Nei (1978) e
similaridade pelo método de UPGMA da subfamília
Nasutitermitinae .........................................................................
39
Figura 12. Padrão eletroforético de esterases de Dihoplotermes
inusitatus ...................................................................................
40
xi
RESUMO
LOPES, D. A. M.Sc. Universidade Estadual de Maringá, novembro de 2005.
Estrutura genética de populações em térmitas subterrâneos de uma área
urbana. Orientadora: Dra. Maria Claudia Colla Ruvolo Takasusuki. Co-
orientadores: Dra. Maria de Fátima Pires Machado da Silva e Dra. Claudete
Aparecida Mangolin.
Os termos dentre os principais grupos de térmitas, os subterrâneos, que vivem
principalmente no solo, tornam-se pragas quando sua atividade forrageira inclui
as construções humanas. O objetivo deste estudo foi analisar a variabilidade
genética e a estrutura de populações de térmitas subterrâneos em Maringá (PR)
por meio de isozimas. Extratos de alados, soldados e operários de três
subfamílias de Termitidae: Apicotermitinae, Nasutitermitinae, e Termitinae foram
coletados na FEI (Fazenda Experimental Iguatemi-UEM). Extratos individuais dos
térmitas foram submetidos à eletroforese em géis de poliacrilamida (10%) e amido
de milho-Penetrose 30 (14%) para posterior coloração e visualização das
isozimas de esterases (EST) EC 3.1.1.1, fosfatase ácida (ACP) EC 3.1.3.2,
fosfatase alcalina (AKP) EC 3.1.3.1 e anidrase carbônica (CA) EC 4.2.1.1. Foram
analisadas três espécies de Apicotermitinae Anoplotermes spB; Anoplotermes
spC e Anoplotermes spD. Do total de 14 locos detectados, oito (57,14%)
apresentaram polimorfismo. O alelo mais freqüente foi Est-6
A
(0,9545) e o mais
raro foi Est-6
B
(0,0455). A heterozigosidade média foi de 0,1810 ± 0,2084. O valor
estimado do Índice de Fixação foi -0,2043 e o índice de Shannon 0,2695 (±
0,2886), indicando baixa diversidade. De acordo com Nei a maior similaridade foi
de 0,8011 entre Anoplotermes spC e Anoplotermes spD e a menor entre
Anoplotermes spB e Anoplotermes spD (0,4903). Em Nasutitermitinae foram
xii
analisadas as espécies Cornitermes cumulans; Diversitermes diversimiles e
Embiratermes heterotypus. No total foram encontradas 13 regiões isoenzimáticas,
sendo 11 polimórficas (84,62%). O alelo mais freqüente foi Ca-2
A
(0,9923),
enquanto Ca-2
B
foi o mais raro (0,0077). O valor médio da heterozigosidade foi de
0,3517 ± 0,2260, o índice de fixação (Fis) foi -0,3642 que indica excesso de
heterozigotos. Foi verificado um alto índice de diversidade (Shannon) 0,5383 (±
0,3453). O dendrograma obtido por UPGMA agrupou Diversitermes diversimiles e
Embiratermes heterotypus, enquanto Cornitermes cumulans está separada das
demais. Em Dihoplotermes inusitatus (Termitinae) foram observadas 5 regiões
isoenzimáticas, sendo 30% polimórficas. O alelo Est-2
A
apresentou a maior
freqüência (0,9583), enquanto o alelo Est-2
B
foi o mais raro (0,0457). A
heterozigosidade média foi 0,1928 ± 0,2311. A estimativa do índice de Shannon
foi considerada baixa 0,2794 (± 0,3137). A análise da estrutura de populações de
térmitas mostra que esses insetos apresentam alto polimorfismo, que indica a
origem e a manutenção da socialidade, provavelmente, não são devidas apenas
em decorrência da seleção por parentesco (kin selection). Outros fatores tais
como: os ecológicos e os de constrangimento (predação, disponibilidade de
alimento) engatilham e mantêm a evolução social dos térmitas. O entendimento
sobre as populações desses insetos poderá contribuir para o controle dessas
espécies.
Palavras-chave: Térmitas, polimorfismos, genética de populações, isoenzimas
xiii
ABSTRACT
Lopes, D. A. M.Sc. Universidade Estadual de Maringá, November, 2005. Genetic
populations in subterranean termites of an urban area. Advisor: Dra. Maria
Claudia Colla Ruvolo Takasusuki. Committee members: Dra. Maria de Fátima
Pires Machado da Silva and Dra. Claudete Aparecida Mangolin.
The subterranean termites become a problem when they consume structural
lumber. The’s study was carried out to analyze genetic variability and population
structure of subterranean termites of Maringá (Paraná state) using isozymes. The
termites collections were accomplished in FEI (Fazenda Experimental Iguatemi-
UEM). Individuals of three castes were analyzed (winged reproductive, soldiers
and workers) belonging to three subfamilies of Termitidae: Apicotermitinae,
Nasutitermitinae, and Termitinae. The individual termites extracts were submitted
to the electrophoresis in polyacrylamide gels (10%) and starch gels (Penetrose 30)
to 14%, for subsequent staining and isozymes visualization: esterases (EST) EC
3.1.1.1, acid phosphatase (ACP) EC 3.1.3.2, alkaline phosphatase (AKP) EC
3.1.3.1 and carbon anidrase (CA) EC 4.2.1.1. Three species of Apicotermitinae
were analyzed: Anoplotermes spB, Anoplotermes spC and Anoplotermes spD.
Fourteen loci were observed and 57.14% presented polymorphism. The most
frequent allele was Est-6
A
(0.9545) and the rarest was Est-6
B
(0.0455). The
average heterozygosity was 0.1810 (± 0.084). The Fis value was -0.2043 and the
Shannon index 0.2695 (±0.2886), showing low diversity. In agreement with Nei
the largest similarity (0.8011) was observed between Anoplotermes spC and
Anoplotermes spD, and the smallest between Anoplotermes spB and
Anoplotermes spD (0.4903). Three species of Nasutitermitinae were analyzed:
xiv
Cornitermes cumulans; Diversitermes diversimiles and Embiratermes heterotypus.
In these termites were found 13 isoenzymatic zones and 11 were polymorphic
(84.62%). The most frequent allele was Ca-2
A
(0.9923) and Ca-2
B
was the rarest
(0.0077). Average heterozygosity was 0.3517 (± 0.2260) and fixation index (Fis) -
0.3642 indicating heterozygous excess. A high Shannon index was verified
(0.5383 ±0.3453). The dendrogram by UPGMA grouped together Diversitermes
diversimiles and Embiratermes heterotypus, while Cornitermes cumulans is
separate from the others. Five isoenzymatic zones were observed for
Dihoplotermes inusitatus (Termitinae), and 30% polymorphism was detected. Est-
2
A
showed the largest frequency (0.9583), and Est-2
B
was rarest (0.0457).
Average heterozygosity was 0.1928 (± 0.2311). Shannon index was low 0.2794 (±
0.3137). The current results of termites population structure indicated that termites
present high polymorphism, probably reflecting the fact maintenance of sociality
are not due just the selection for relationship (kin selection). The ecological factors
and constraining (predation, food availability) trigger and it maintains the social
evolution of the termites. Thereby, the knowledge of the genetics of populations of
those insects can contribute to the control of these species.
Keywords: Termites, polymorphism, population genetics, isoenzymes
1
1. INTRODUÇÃO
Maringá é conhecida por sua arborização disseminada pelas calçadas,
canteiros centrais, parques e praças, fazendo uma avaliação no estado geral de
manutenção, constatou-se que 63,7% das praças apresentam vegetação em bom
ou ótimo estado, de acordo com De ANGELIS e De ANGELIS (2000). Esse fato
contribui com a manutenção da biodiversidade na região noroeste do Estado do
Paraná. Dentre os insetos que fazem parte dessa diversidade de organismos
estão os térmitas.
Os térmitas ocorrem nas áreas tropicais e temperadas do mundo entre os
paralelos 52
o
N e 45
o
S. A ordem Isoptera possui mais de 2000 espécies
descritas. No Brasil, são registradas cerca de 290 espécies em 67 gêneros
(TRIVERS, 1985).
Esses insetos estão amplamente difundidos no solo úmido das florestas,
savanas e até em regiões áridas. Sua biomassa se aproxima a 10 g m
-2
onde são
encontrados. A sua abundância está associada com a organização social e
simbiose com microrganismos. A simbiose confere aos térmitas o papel de super
decompositores e grandes responsáveis pelo balanço de nitrogênio e carbono nos
ecossistemas (LONGHURST et al., 1978; LEPAGE, 1981).
Esses animais consomem uma grande porção das plantas mortas e
materiais produzidos nos ecossistemas dos trópicos e são consumidos por uma
grande variedade de animais entre formigas, aranhas e chimpanzés, formando,
portanto, a base de uma grande teia alimentar (LONGHURST et al., 1978;
LEPAGE, 1981).
2
Para a economia urbana, o grupo de térmitas subterrâneos é o mais
importante, com suas colônias bastante numerosas, alta capacidade de
movimentação e áreas de forrageamento que podem atingir centenas de metros
quadrados por colônias (TRIVERS, 1985).
Os térmitas desempenham, ainda, papéis fundamentais nos ecossistemas
naturais. São importantíssimos na reciclagem dos nutrientes acumulados nos
tecidos vegetais. Atuam na aeração e drenagem do solo, bem como transportam
os nutrientes entre os seus perfis. Participam ativamente no processo de gênese
de alguns tipos de solos e mantêm complexas relações ecológicas com diversas
espécies de organismos (TRIVERS, 1985).
A colônia possui indivíduos de diferentes morfologias (castas), adaptadas
ao trabalho que desempenham. De acordo com CONSTANTINO (1999) nos
termiteiros podem ser encontradas basicamente três castas:
a) os soldados defendem a colônia contra inimigos e invasores.
Apresentam uma grande variedade de formas e mecanismo de defesa, tanto
mecânica como química. Muitos possuem glândulas especiais que produzem
secreções defensivas. Podem também ser machos ou fêmeas e são normalmente
estéreis e cegos. Algumas espécies possuem dois ou até três tipos diferentes de
soldados.
b) a casta mais numerosa da colônia é a dos operários que são
responsáveis: pela construção, pela coleta de alimento, pelos cuidados com os
imaturos, pela alimentação das outras castas, e freqüentemente também tem
papel na defesa da colônia. Normalmente, são estéreis, com gônadas vestigiais e
cegas. Podem ser machos ou fêmeas e por isso não é correto o uso do termo
3
"operária". Operários verdadeiros não ocorrem em todas as espécies de cupins.
Em alguns grupos de térmitas esse papel é exercido por imaturos.
c) alados, são imagos que fundaram a colônia e que exercem o papel de
reprodutores (rei e rainha). Normalmente, cada colônia tem um casal reprodutor.
Os térmitas são monógamos na maioria dos casos.
Dentre os principais grupos de térmitas, os subterrâneos tornam-se
pragas quando sua atividade forrageira inclui as construções humanas. Esses
insetos causam sérios problemas nas áreas urbanas. São comumente vorazes e
endógenos em estruturas edificadas e em árvores urbanas, mostrando pouco ou
nenhum sinal externo de sua presença (ELEOTÉRIO, 2000).
Os cupins subterrâneos constroem túneis, geralmente feitos com terra,
saliva e fezes que tem a função de proteção da baixa umidade do ar e da
predação. A presença desses túneis é, segundo SU e SCHEFFRAHN (1990), um
dos principais indícios de infestação.
Os cupins apresentam estrutura de castas tão complexas quanto à das
formigas, porém, nos térmitas os dois sexos estão presentes igualmente nas
diferentes castas pelo fato desses insetos apresentarem diploidia (WILSON,
1971). Esta característica, ao contrário do que ocorre nos Hymenoptera, poderia
diminuir o grau de parentesco e aumentar a variabilidade genética desse grupo de
insetos. Desse modo, espera-se que os térmitas apresentem maior variabilidade
genética que os Hymenoptera, sendo que essa estimativa tem sido realizada
apenas em alguns grupos de térmitas.
Pode-se estudar a variabilidade genética estimando-se o grau de
polimorfismos enzimáticos presentes nos diferentes grupos de organismos.
Portanto, o esclarecimento sobre a variabilidade genética, o entendimento da
4
manutenção da sua socialidade e as relações de parentesco entre os indivíduos
da colônia poderão contribuir para o manejo dos térmitas evitando que
prejudiquem economicamente a espécie humana e, contribuindo para um melhor
aproveitamento do ambiente utilizando a sua habilidade em ciclar nutrientes.
Nesse sentido esse estudo pretendeu desenvolver uma análise da
variabilidade genética e da estrutura de populações de térmitas subterrâneos em
Maringá (PR) por meio de isozimas para contribuir com o entendimento sobre a
manutenção da socialidade nesses insetos para um melhor manejo futuro dessas
espécies.
O conhecimento da manutenção da estrutura genética de populações dos
térmitas permitirá o desenvolvimento de melhores técnicas de controle e manejo
desses insetos.
5
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Importância Ecológica dos Térmitas
A importância dos cupins, nos ecossistemas, está relacionada à sua
abundância e à sua ação na transformação de minerais e componentes
orgânicos, em comparação com outros organismos. Cupins são, provavelmente,
os mais importantes agentes de decomposição da madeira. Volumosos troncos e
raízes, que permaneceriam preservados, talvez por décadas, são mais
prontamente incorporados na dinâmica de ciclagem orgânica ambiental. Os
cupins exercem poderosa ação benéfica no solo, canalizando-o numa proporção
bem maior do que as minhocas. Os túneis termíticos contribuem para a aeração e
drenagem. O movimento das partículas entre os horizontes, carregadas pelos
cupins, promove a descompactação e manutenção da porosidade, além de
distribuir a matéria orgânica. Assim, cupins são importantes agentes de
manutenção da vitalidade do solo dos ambientes naturais e de beneficiamento e
regeneração dos solos degradados e compactados das pastagens e cultivos
(TRIVERS, 1985).
Ao utilizar madeira e outros materiais de plantas mortas como fonte de
alimento, os cupins necessitam de ter dois problemas resolvidos (ABE, 1979). O
primeiro é que nas plantas mortas, os componentes dominantes são a celulose e
outras substâncias da parede celular, enquanto as substâncias citoplasmáticas
são perdidas (ABE e HIGASHI, 1991). O segundo problema que precisa ser
solucionado é o balanço de C-N, que existe entre a fonte de alimento e as
6
necessidades do animal (HIGASHI et al., 1992). A razão entre carbono-nitrogênio
(C:N), que ocorre nas plantas mortas é muito maior que aquela do tecido animal.
As plantas mortas, contêm menos que 0,5% de nitrogênio e um balanço C:N de
35% (COWLING e MERRILL, 1966), enquanto os tecidos dos térmitas contêm
8%-13% de nitrogênio e têm uma razão C:N de 33% (MATSUMOTO, 1976).
Os térmitas passaram a utilizar a madeira como fonte alimentar graças à
associação com microrganismos. Portanto, eles têm dois tipos de simbiose com
os microrganismos: para a digestão da celulose e balanço C-N (HIGASHI et al.,
1992). SYLVESTER-BRADLEY et al. (1978, 1980) mostraram que cupins,
principalmente do gênero Nasutitermes, podem fixar nitrogênio diretamente do ar,
através de bactérias que vivem em simbiose com estes insetos.
De acordo com ROBINSON (1996), se uma edificação estiver no território
de forrageamento de uma colônia, os operários se utilizam de pequenos espaços
da edificação que permitam o contato com os materiais celulósicos existentes no
interior da construção, principalmente na sua estrutura. Esses espaços podem
ser, aberturas de tubulações e conduites elétricos na fundação, pequenas
rachaduras nas paredes, através de juntas de dilatação de vigas, e outros, onde
os cupins tenham a possibilidade de construir seus túneis do solo até o alimento
(ELEOTÉRIO, 2000).
Os térmitas são pragas altamente destrutivas que causam extensivas
destruições em ambientações urbanas. O custo do tratamento contra térmitas na
Europa será em torno de 1 bilhão de euros em 2005 (UNEP e FAO, 2000).
7
2.2. Estrutura de População e Comportamento Social
A ordem Isoptera é dividida em sete famílias e estima-se que existam
aproximadamente 2500 espécies no mundo (WALLER e LA FAGE, 1987). São
todos altamente sociais e a grande maioria está limitada aos trópicos (WILSON,
1971).
A família Termitidae é ampla com aproximadamente 85% de todos os
gêneros conhecidos e próximos de 70% das espécies. Essa família possui
membros tipicamente carentes de simbiontes protistas celulósicos em seus
intestinos. Eles têm morfologias complexas, especializados na anatomia do
intestino, um extenso sistema social, vários mecanismos de defesa das castas
dos soldados, e utilizam uma variedade de alimentos em madeira não limitados
em seu habitat (OHKUMA et al., 2004).
A subfamília Apicotermitinae é definida pelas características morfológicas
de seu intestino (SAND, 1992).
A subfamília Nasutitermitinae está localizada na posição terminal da
filogenia de térmitas, sendo o grupo mais diversificado dos Isoptera (MIURA et al.,
1998; KAMBHAMPATI e EGGLETON, 2000). Quase todas as espécies
pertencentes a essa subfamília apresentam projeções na cabeça (chamado
nasus), que despejam secreções quimicamente defensivas (DELIGNEET et al.,
1981).
A alimentação dos Isoptera é constituída basicamente por matéria de
origem vegetal, sendo a madeira sua fonte de nutrição mais importante. Existem
espécies que se afastam do ninho para procurar alimento, há outras que preferem
madeira morta, outras madeiras vivas, húmus, papel, tecidos de juta ou de
8
algodão, raízes de plantas, excrementos, couros e lã. Certas espécies africanas
mantêm em seus ninhos cultura de fungos, proliferando estes sobre uma massa
de detritos vegetais. Parece que estes fungos constituem alimentação exclusiva
para as formas jovens (CARRERA, 1973).
Os operários compõem um elo importante no complexo fenômeno de
regulação social da comunidade, através do processo de trofalaxis, que ao serem
requisitados, eles regurgitam alimento (alimento estomodeal) e oferecem
secreção salivar, ou fornecem uma gota de fluido fecalóide (alimento proctodeal).
Essas substâncias, além do valor nutritivo, transportam feromônios. Outra
importante função dos operários é o saneamento da colônia, mediante a
eliminação de companheiros adoecidos ou mortos (TRIVERS, 1985).
A grande variabilidade morfológica exibida pelos soldados torna esta
casta valiosa para a taxonomia da ordem. Porém, a casta dos soldados está
ausente em muitos gêneros. Reprodutores secundários surgem dentro da colônia,
podem ser de substituição ou suplementares. Neotênicos ninfóide, reprodutor
secundário formado a partir de uma ninfa, que interrompe o desenvolvimento e
torna-se reprodutor. Neotênicos ergatóide, reprodutor secundário formado a partir
de larvas. Têm aparência de operário, com asas totalmente ausentes
(CONSTANTINO, 1999).
Nos cupins, em contraste com a ampla variedade de comportamento
social dos Hymenoptera, não são encontrados estágios intermediários na sua
eusocialidade, dificultando o entendimento de sua origem (GULLAN e
CRANSTON, 1994). Uma explicação para a origem da eusocialidade está
envolvida com o requerimento de organismos simbiontes internos para auxiliar na
digestão de alimento que é rico em celulose, mas pobre em nutrientes. Havia a
9
necessidade de transferir os simbiontes periodicamente para os indivíduos que os
perdiam durante as ecdises, levando a um aumento de interação entre os insetos
através da trofalaxis. A transferência de simbiontes entre os membros de
sucessivas gerações requer a sobreposição de gerações. A trofalaxis, a
longevidade dos parentais e o baixo crescimento, induzido pela dieta pobre em
nutrientes, podem ter atuado juntos para levar à coesão do grupo. Esses fatores,
unindo-se com a utilização adequada de novas fontes de alimento como madeira
podre, podem ter conduzido à vida em colônia, mas não explica completamente o
altruísmo que originou as castas (GULLAN e CRANSTON, 1994; TRIVERS, 1985;
WILSON, 1971).
DRONNET et al. (2005), em seu trabalho, defendem que todas as
colônias de Reticulitermes santonensis (Rhinotermitidae), foram extensivamente
originadas por reprodutores neotênicos, provavelmente descendentes de
reprodutores primários.
A estrutura de populações em térmitas subterrâneos primitivos
Mastotermes darwinensis da Austrália, foi analisada por meio de marcadores
moleculares microssatélites (GOODISMAN e CROZIER, 2002). Esses autores
verificaram que colônias simples eram freqüentemente encabeçadas por múltiplos
reprodutores. Os operários eram altamente aparentados (r = 0,40) e
substancialmente endocruzadas (f = 0,10). As colônias eram caracterizadas pela
entrada de alelos de múltiplos reprodutores, os quais algumas vezes estavam
envolvidos em acasalamentos consangüíneos. As colônias apresentaram ainda,
restrito fluxo gênico sobre uma distância geográfica moderada (10 m). Os autores
sugerem que o padrão genético mostrado por M. darwiniensis resulta
primariamente da pressão de seleção que age para manter o alto parentesco
10
entre os indivíduos das colônias permitindo que a colônia cresça rapidamente e
domine o habitat local.
2.3. Isozimas em Térmitas
Em 1956, HUNTER e MARKERT ampliaram a técnica de eletroforese
desenvolvida na década de 50 por SMITHIES, acoplando procedimentos
bioquímicos de coloração para identificar a atividade enzimática sobre o suporte
eletroforético. Essa metodologia mostrou-se importante para o estudo de
variabilidade genética que é utilizada na análise da genética de populações.
Posteriormente, o termo isozima foi proposto para descrever formas
moleculares diferentes em que as proteínas podem existir, com a mesma
especificidade enzimática (MARKERT e MOLLER, 1959).
A partir da década de 60, muitos estudos foram desenvolvidos com
isozimas em diferentes áreas do conhecimento como fisiologia, genética do
desenvolvimento, taxonomia, reconhecimento de linhagens e determinação de
segregação alélica em progênies.
BAGINE et al. (1989) utilizaram as isozimas para ajudar na taxonomia de
térmitas morfologicamente similares no Kênia, examinando o parentesco genético
entre raças geograficamente distantes.
Com base em diferenças de padrões esterásicos, WANG e GRACE
(2000) estabeleceram distinção entre populações de térmitas Coptotermes
acinaciformis (Froggatt) subterrâneos e construtores de termiteiros em diferentes
regiões da Austrália. Tais insetos eram indistinguíveis morfologicamente.
11
THOMPSON e HEBERT (1998), utilizando alozimas, investigaram o
sistema de acasalamentos de Nasutitermes nigriceps com relação ao número de
reprodutores em uma colônia e, o nível de endocruzamentos dentro e entre
colônias. Os padrões alozímicos observados permitiram aos autores sugerirem
que a monogamia é o padrão de reprodução estabelecido entre esses insetos.
Utilizando técnicas de eletroforese, STRONG e GRACE (1993) estudaram
vinte e nove locos protéicos de térmitas da família Rhinotermitidade do Havaí. Os
autores verificaram baixa variação alozímica, que pode ser derivada de uma única
introdução ou de várias introduções de indivíduos intimamente relacionados. Em
contrapartida, WANG et al. (1992) demonstraram ampla variabilidade genética,
nos térmitas Hodotermopsis (Hodotermitidae), estimando 49% de polimorfismo e
CLEMENT (1981) detectou 50% de polimorfismo em Reticulitermes
(Rhinotermitidae).
Alguns estudos têm sido desenvolvidos, no Brasil, utilizando isozimas
para se obter informações sobre a estrutura de populações de térmitas.
RUVOLO-TAKASUSUKI e COLLET (2000) observaram variabilidade na
esterase-5 (EST-5) dos térmitas Nasutitermes globiceps. Nas análises
eletroforéticas foram detectados dois alelos para essa enzima, um com padrão de
migração rápida e outro com migração lenta, com estrutura quaternária
monomérica.
LOPES (2004) detectou 35 locos de esterases, em térmitas subterrâneos,
coletados em 14 ninhos na cidade de Maringá, PR. A autora observou um alto
grau de polimorfismo (77,14%). Resultados similares foram obtidos por KORMAN
et al. (1991), 65% de polimorfismo em Zootermopsis. Enquanto COLLET e
RUVOLO-TAKASUSUKI (2003a) observaram 41,8% de polimorfismo em 17 locos
12
analisados de Nasutitermes corniger coletados em Maringá e 22,22% de
polimorfismo em 9 locos para Nasutitermes ephrates.
O térmita subterrâneo Embiratermes heterotypus, coletado em Maringá,
apresentou uma região de atividade esterásica específica de soldados (EST-26) e
polimórfica (LOPES, 2004). COLLET e RUVOLO-TAKASUSUKI (2003b) também
detectaram uma esterase (EST-6) específica de soldados em N. corniger.
13
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Material Biológico
O material biológico constou de térmitas das três castas existentes no
ninho, tais como: alados, soldados e operários, coletados em área da Fazenda
Experimental de Iguatemi – Universidade Estadual de Maringá. Parte dos insetos
coletados foram sacrificados, fixados em álcool a 70% e enviados para
identificação (Prof. Dr. Reginaldo Constantino – Departamento de Zoologia –
Universidade de Brasília). As espécies coletadas, sua identificação e número de
insetos coletados são mostrados na Tabela 1.
Os demais foram estocados a -20°C pelo menor espaço de tempo
possível para análise das isozimas.
Tabela 1 – Data de coleta dos térmitas, relação de ninho com as espécies
analisadas e número de indivíduos coletados por ninho
Data Ninho Espécies
Número de térmitas
coletados
28/09/2004 12
Dihoplotermes inusitatus
20
14/01/2005 26
33
Anoplotermes spD 42
14/01/2005 31 Anoplotermes spB 20
14/01/2005 32
42
Embiratermes heterotypus
46
14/01/2005 34
35
Anoplotermes spC 24
11/02/2005 37
39
Diversitermes diversimiles
36
11/02/2005 43
44
Cornitermes cumulans
37
14
3.2. Preparo das Amostras
As amostras foram homogeneizadas em tubos de propileno em 30µL de
solução Tris-HCl 0,1 M pH 8,8, contendo glicerol a 10%, com auxílio de um bastão
de vidro e, em seguida, centrifugadas a 11600 xg por 20 minutos com
temperatura entre 1°C a 5°C.
Posteriormente, 20 µL do sobrenadante foram aplicados no gel de
poliacrilamida para análise das esterases. O restante foi absorvido em papel de
filtro Whatman, número 3 e inserido no gel de amido de milho penetrose 30 (Corn
Products of Brazil) para a análise das izozimas: Anidrase Carbônica, Fosfatase
Ácida e Fosfatase Alcalina.
3.3. Análises Eletroforéticas das Esterases (E.C. 3.1.1.1)
3.3.1. Preparo dos géis
No preparo das isozimas esterases, foi utilizado o sistema PAGE
descontínuo. Foram empregados géis de poliacrilamida a 10% de concentração
acompanhados de géis de empilhamento.
Os volumes dos componentes utilizados, para o preparo dos géis, e a
solução de acrilamida/bisacrilamida que foi preparada com 30 g de acrilamida e
0,8g de bisacrilamida, dissolvida em 100 mL de água destilada, e para o preparo
do gel de empilhamento, estão demonstrados na Tabela 2.
15
Tabela 2 – Volumes dos componentes utilizados no preparo dos géis de
separação em poliacrilamida na concentração de 10% e dos géis
de empilhamento
Reagentes Gel de separação (10%) Gel de empilhamento
Acrilamida 30%/ Bis 0,8% 5,0 mL 3,0 mL
Tampão Tris-HCl
4,0 mL
1,5 M; pH 8,8
3,0 mL
0,24 M; pH 6,8
Água destilada 5,9 mL
30 µL
SDS 10%
100 µL 42 µL
Persulfato de amônia
320 µL 250 µL
TEMED
16 µL 3 µL
3.3.2. Corrida eletroforética
No processo, foi utilizado o tampão Tris-Glicina pH 8,3 para corrida, assim
a molaridade do Tris é de 0,0125M e da Glicina é 0,009M.
Os géis foram submetidos à eletroforese em uma voltagem de
aproximadamente 196 V durante 5 horas.
3.3.3. Coloração
Após a corrida eletroforética, o gel foi incubado por 30 min em 50 mL de
tampão fosfato 0,1 M pH 6,2.
Em seguida, o gel foi colocado na seguinte solução de coloração: 50 mL
de tampão fosfato 0,1 M pH 6,2; 5 mL de N-propanol e 0,06 g de Fast Blue RR
Salt.
A solução acima foi filtrada e, em seguida, acrescentada à solução contendo
os substratos dissolvidos em 1 mL de acetona: 0,03 g de α-naftil acetato; 0,02 g de β-
16
naftil acetato. Em seguida, o gel foi colocado no escuro por ± 1 hora e,
posteriormente, foi fixado em 100 mL da solução conservante preparado com ácido
acético a 75% e glicerol a 10% dissolvidos em 1000 mL de água destilada.
3.4. Análises Eletroforéticas das Isozimas: anidrase carbônica (E.C. 4.2.1.1),
fosfatase ácida (E.C. 3.1.3.2) e fosfatase alcalina (E.C. 3.1.3.1)
3.4.1. Preparo dos géis
Na análise da isozimas anidrase carbônica, fosfatase ácida e fosfatase
alcalina foram empregados géis de amido de milho penetrose 30 (CORN
PRODUCTS of BRAZIL) na concentração de 14%. A penetrose foi acondicionada
em Kitassato, à qual foi adicionada solução tampão Tris-HCl 0,02 M, pH 7,5 e a
mistura foi cozida até adquirir uma consistência viscosa.
Em seguida, o gel foi despejado sobre uma placa de vidro. Após o tempo
necessário para o seu resfriamento (1 hora e meia, aproximadamente), o mesmo
foi cortado transversalmente a 5 cm de uma das extremidades, em que as
amostras foram inseridas verticalmente com o auxílio de um pinça.
3.4.2. Corrida eletroforética
O gel foi submetido a um campo elétrico de 9 v cm
-1
de gel por 4h 30min
e, após a corrida, foi cortado horizontalmente, obtendo-se, desta forma, duas
partes homólogas que permitiu a análise de dois sistemas enzimáticos.
17
O sistema tampão utilizado para corrida eletroforética foi o Tris-HCl 0,3 M,
pH 7,5.
3.4.3. Revelação das regiões de atividade das isozimas
3.4.3.1. Fosfatase ácida (ACP)
A detecção da atividade de fosfatase ácida (ACP) foi realizada
empregando-se 0,5 mL de cloreto de magnésio 1,0 M, 0,5 mL de Cloreto de
Manganês 0,1 M, tampão acetato de sódio 0,05 M pH 5.5 e 0,04 g de fast Blue e
30 µg de α-naftil fosfato a 1% de acordo com Alfenas (1998).
3.4.3.2. Fosfatase alcalina (AKP)
A detecção da atividade de fosfatase alcalina (AKP) foi realizada
empregando-se 0,5 mL de Cloreto de magnésio 1,0 M, 0,5 mL de Cloreto de
manganês 0,1 M, tampão Tris-HCl pH 8 e 0,04 g de fast Blue e 30 µg de α-naftil
fosfato a 1% de acordo com Alfenas (1998).
3.4.3.3. Anidrase carbônica (CA)
A reação de revelação formou um produto fluorescente não estratificado.
Diacetato de fluoresceína (10 mg) foi dissolvido em 0,5 mL de acetona e
misturado em 10 mL de solução-tampão de fosfato de sódio 0,1 M, pH 6.5. A
18
solução foi aplicada sobre o gel, e o conjunto incubado a 37ºC durante 40
minutos. Em seguida, foi observado sob luz ultravioleta de comprimento longo.
3.5. Análise Genética dos Resultados
Após a revelação das regiões de atividade isoenzimática, os locos que
apresentaram polimorfismo tiveram seus fenótipos anotados e as freqüências
gênicas diretamente estimadas, bem como a medida da variabilidade genética,
por determinação dos desvios das freqüências genotípicas esperadas de acordo
com o equilíbrio de Hardy-Weinberg.
Foram calculados, ainda, os coeficientes de similaridade e distâncias
genéticas para as três populações analisadas. As informações sobre a estrutura
de população dos térmitas, como: F
is
(variância genética de uma subpopulação
contida num indivíduo). Um valor elevado de F
is
implica um nível considerável de
consangüinidade); Fst (variância genética de uma subpopulação, relativamente à
variância genética total). Os seus valores variam de zero a 1, sendo que um valor
de F
ST
alto, corresponde a uma diferenciação genética considerável entre
populações). O Índice de Shannon (índice de diversidade) foi obtida empregando-
se o programa POPGENE 1.32 (YEH et al., 1999).
A matriz de similaridade foi submetida a uma análise de agrupamento
UPGMA (Unweighted Pair-Group Method Using an Arithmetic Average) para
construção de um dendrograma (DIAS, 1998), a fim de representar graficamente
a distância genética das populações analisadas. Para esta análise, foi utilizado o
programa POPGENE 1.32 (YEH et al., 1999), baseado no complemento
aritmético da distância genética de NEI (1978).
19
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
A estrutura genética de populações dos térmitas foi realizada
separadamente para cada subfamília da família Termitidae: Nasutitermitinae:
Cornitermes cumulans; Diversitermes diversimiles e Embiratermes heterotypus;
Apicotermitinae: Anoplotermes spB; Anoplotermes spC e Anoplotermes spD; e
Termitinae: Dihoplotermes inusitatus.
As análises eletroforéticas mostraram que não há diferenças no padrão
eletroforético das três castas analisadas.
4.1. Subfamília Apicotermitinae
4.1.1. Anoplotermes
Três espécies: Anoplotermes spB; Anoplotermes spC e Anoplotermes spD
foram identificadas.
A presença de 14 regiões de atividade isoenzimática, para cada espécie
estudada, foi detectada, sendo oito regiões de atividade esterásica (EST) Figuras
1, 2 e 3, duas regiões de fosfatase ácida (ACP) Figura 4, duas de fosfatase
alcalina (AKP) Figura 5, e duas de anidrase carbônica (CA) Figura 6.
20
EST-1
EST-2
EST-3
EST-4
EST-5
EST-6
EST-7
Figura 1 - Padrão eletroforético de esterases de
Anoplotermes sp D: 01, 02, 03, 04, 05, 06 e 07
indivíduos analisados
+
1 2 3 4 5 6 7
EST-1
EST-2
EST-3
EST-4
EST-5
EST-6
EST-7
Figura 1 - Padrão eletroforético de esterases de
Anoplotermes sp D: 01, 02, 03, 04, 05, 06 e 07
indivíduos analisados
+
1 2 3 4 5 6 7
Figura 1. Padrão eletroforético de esterases de Anoplotermes sp D: 1, 2, 3, 4, 5, 6 e 7
indivíduos analisados.
21
EST-5
EST-8
4 5 6 7 8
Figura 2- Padrão
eletroforético de esterase de
térmitas Anoplotermes sp B
:04, 05, 06, 07 e 08.
EST-7
+
EST-5
EST-8
4 5 6 7 8
Figura 2- Padrão
eletroforético de esterase de
térmitas Anoplotermes sp B
:04, 05, 06, 07 e 08.
EST-7
+
Figura 2. Padrão eletroforético de esterase de térmitas Anoplotermes sp B: 4, 5, 6, 7 e
8.
22
EST-3
EST-8
1 2 3 41 2 3 4
EST-1
EST-2
EST-5
EST-1
EST-2
EST-5
2 3 4 5
EST-3
Figura 3 - Padrão eletroforético de esterases de Anoplotermes sp C: 01, 02, 03
e 04 (A ), e 02, 03, 04 e 05 ( B ).
+
A
B
EST-3
EST-8
1 2 3 41 2 3 4
EST-1
EST-2
EST-5
EST-1
EST-2
EST-5
2 3 4 5
EST-3
Figura 3 - Padrão eletroforético de esterases de Anoplotermes sp C: 01, 02, 03
e 04 (A ), e 02, 03, 04 e 05 ( B ).
+
A
B
Figura 3. Padrão eletroforético de esterases de Anoplotermes sp C: 1, 2, 3 e 4 (A), e 2,
3, 4 e 5 (B).
23
ACP-1
ACP-2
o
+
5 4 3 2 1
Figura 4 – Zimograma do padrão eletroforético da
Fosfatase Ácida de todos Térmitas
ACP-1
ACP-2
o
+
5 4 3 2 1
Figura 4 – Zimograma do padrão eletroforético da
Fosfatase Ácida de todos Térmitas
Figura 4. Zimograma do padrão eletroforético da fosfatase ácida de todos
Térmitas.
AKP-1
AKP-2
o
5 4 3 2 1
Figura 5 – Zimograma do padrão eletroforético da
Fosfatase Alcalina de todos Térmitas
AKP-1
AKP-2
o
5 4 3 2 1
Figura 5 – Zimograma do padrão eletroforético da
Fosfatase Alcalina de todos Térmitas
Figura 5. Zimograma do padrão eletroforético da fosfatase alcalina de todos
Térmitas.
24
Figura 6. Padrão eletroforético da
anidrase carbônica em Anoplotermes
1 2 3
+
CA-1
CA-2
Figura 6. Padrão eletroforético da
anidrase carbônica em Anoplotermes
1 2 3
+
Figura 6. Padrão eletroforético da
anidrase carbônica em Anoplotermes
1 2 3
+
CA-1
CA-2
A EST-7 (Figuras 1 e 2) foi classificada como β-esterase, pois apresentou
coloração vermelha com os substratos α e β-naftil acetato juntos. As demais
regiões de atividade esterásica apresentaram coloração intermediária com os dois
substratos (α e β-naftil acetato), denominadas de αβ-esterases.
Dois ninhos de térmitas subterrâneos de Anoplotermes spD foram
analisados, sendo dois de Anoplotermes spC e um com Anoplotermes spB, do
total de locos oito apresentaram polimorfismo representando um total de 57,14%
(Tabela 3).
Figura 6. Padrão eletroforético da anidrase carbônica em Anoplotermes.
25
Tabela 3 – Número de locos polimórficos e porcentagem de polimorfismo para
cada espécie de térmitas analisada
Térmitas
Número de
locos
Número de locos
polimórficos
Polimorfismo
(%)
Anoplotermes
sp. B
sp. C
sp. D
14 8 57,14
Cornitermes cumulans
10 9 90,00
Diversitermes diversimiles
12 6 50,00
Embiratermes heterotypus
10 3 30,00
Dihoplotermes inusitatus
5 3 60,00
Entre os locos polimórficos, o Est-6
A
(Tabela 4) apresentou a maior
freqüência (0,9545), enquanto o alelo Est-6
B
foi o mais raro (0,0455).
Tabela 4 – Freqüência alélica das isozimas em térmitas Anoplotermes
Loco Alelo A Alelo B
Est-1 0,5000 0,5000
Est-2 0,7237 0,2763
Est-3 0,7931 0,2069
Est-4 0,5000 0,5000
Est-5 0,0500 0,9500
Est-6 0,9545 0,0455
Est-7 1,0000 ***
Est-8 0,7031 0,2969
Acp-1 1,0000 ***
Acp-2 1,0000 ***
Akp-1 1,0000 ***
Akp-2 1,0000 ***
Ca-1 0,9130 0,0870
Ca-2 1,0000 ***
Na Tabela 5, estão representados os resultados obtidos para a
heterozigosidade média para os 14 locos analisados. O loco que apresentou
26
maior heterozigosidade média foi o Est-4 (0,5161) e que apresentou a menor
heterozigosidade média foi o Est-6 (0,0888). A heterozigosidade média para todos
os locos analisados foi de 0,1810 ± 0,2084.
Tabela 5 – Heterozigosidade média de isozimas em Anoplotermes para os 14
locos analisados
Loco Tamanho da amostra Heterozigosidade
observada
Heterozigosidade
esperada
Est-1
60 1,0000 0,5085
Est-2
76 0,5526 0,4053
Est-3
58 0,4138 0,3339
Est-4
32 1,0000 0,5161
Est-5
40 0,0000 0,0974
Est-6
44 0,0000 0,0888
Est-7
40 0,0000 0,0000
Est-8
64 0,0312 0,4241
Acp-1
60 0,0000 0,0000
Acp-2
48 0,0000 0,0000
Akp-1
64 0,0000 0,0000
Akp-2
58 0,0000 0,0000
Ca-1
92 0,0000 0,1605
Ca-2
18 0,0000 0,0000
Média
Desvio
54 0,2141
± 0,3758
0,1810
± 0,2084
Os valores obtidos para o índice de fixação (Fis) podem ser observados
na Tabela 6. Pode-se verificar que o valor médio de Fis foi de -0.2043. Do total de
isozimas analisadas, quatro locos apresentaram valores negativos de Fis,
indicando excesso de heterozigotos.
27
Tabela 6 – Índice de Fixação (Fis) e Fst para os 14 locos das isozimas analisados
de Anoplotermes
Loco Fis Fst
Est-1
-1,000 0,5714
Est-2
-0,4361 0,6456
Est-3
-0,4286 0,7907
Est-4
-1,0000 0,8235
Est-5
1,0000 0,9648
Est-6
1,0000 0,9678
Est-7
*** 1,0000
Est-8
0,8957 0,6885
Acp-1
**** 0,0000
Acp-2
**** 0,0000
Akp-1
**** 0,0000
Akp-2
**** 1,0000
Ca-1
1,0000 0,2759
Ca-2
**** 1,0000
Média -0,2043 0,6926
Baixo índice de diversidade (índice de Shannon) 0,2695 (± 0,2886) foi
estimado para as três espécies de Anoplotermes analisadas (Tabela 7).
Tabela 7 – Índice de Shannon (I) para os térmitas analisados
População
Tamanho da
amostra
(I)
Anoplotermes sp
54 0,2695
Cornitermes cumulans
82 05882
Diversitermes diversimiles
29 0,3218
Embiratermes heterotypus
35 0,1032
Dihoplotermes inusitatus
17 0,2794
A similaridade genética estimada, segundo NEI (1978), mostrou que a
maior similaridade (0,8011) foi estimada entre Anoplotermes spC e Anoplotermes
28
spD, mostrando que podem ser espécies próximas, enquanto entre o
Anoplotermes spB e Anoplotermes spD obtiveram o menor valor de similaridade
(0,4903).
O dendrograma de agrupamento elaborado por meio do método de
UPGMA pode ser visualizado na Figura 7. Neste dendrograma, podemos
observar que as espécies Anoplotermes spD e Anoplotermes spC estão
agrupadas, enquanto o Anoplotermes spB está separado das demais.
4.2. Subfamília Nasutitermitinae
4.2.1. Cornitermes cumulans
A análise eletroforética de extratos de térmitas de dois ninhos de
Cornitemes cumulans permitiu detectar a presença de 10 regiões de atividade
isoenzimática. Sendo quatro regiões de atividade esterásica (EST) Figura 8, duas
Figura 7. Dendrograma baseado na distância de Nei (1978) e similaridade pelo
método de UPGMA do gênero Anoplotermes
29
regiões de fosfatase ácida (ACP) Figura 4, duas de fosfatase alcalina (AKP)
Figura 5 e duas de anidrase carbônica (CA).
Todas as regiões de atividade esterásica apresentaram coloração
intermediária com os dois substratos (α e β-naftil acetato), denominadas de αβ-
esterases (Figura 8).
EST-1
EST-2
EST-3
EST4
7 8 9 10
Figura 8 - Padrão eletroforético de esterases de Cornitermes cumulans : 05, 06, 07, 08, 09 e 10 ( A) e
07, 08, 09 e 10 (B).
EST-1
EST-4
EST-2
EST-3
5 6 7 8 9 10
+
AB
EST-1
EST-2
EST-3
EST4
7 8 9 10
Figura 8 - Padrão eletroforético de esterases de Cornitermes cumulans : 05, 06, 07, 08, 09 e 10 ( A) e
07, 08, 09 e 10 (B).
EST-1
EST-4
EST-2
EST-3
5 6 7 8 9 10
+
EST-1
EST-2
EST-3
EST4
7 8 9 10
EST-1
EST-2
EST-3
EST4
7 8 9 10
Figura 8 - Padrão eletroforético de esterases de Cornitermes cumulans : 05, 06, 07, 08, 09 e 10 ( A) e
07, 08, 09 e 10 (B).
EST-1
EST-4
EST-2
EST-3
5 6 7 8 9 10
+
EST-1
EST-4
EST-2
EST-3
5 6 7 8 9 10
+
AB
Figura 8. Padrão eletroforético de esterases de Cornitermes cumulans: 5, 6, 7, 8, 9 e
10 (A) e 7, 8, 9 e 10 (B).
30
Os 10 locos de atividade isoenzimática analisados, nove foram
polimórficos (90%) e apenas uma das regiões de fosfatase alcalina foi
considerada monomórfica.
Em relação aos locos polimórficos três apresentaram três alelos: Est-2,
Est-3 e Est-4. Na Tabela 8, pode ser observado que CA-2
A
apresentou a maior
freqüência (0,9865), enquanto o alelo CA-2
B
foi o mais raro (0,0135).
Tabela 8 – Freqüência alélica das isozimas de térmitas Cornitermes cumulans
Loco Alelo A Alelo B Alelo C
Est-1
0,5213 0,4787 ***
Est-2
0,1122 0,6939 0,1939
Est-3
0,3723 0,4787 0,1489
Est-4
0,1146 0,7396 0,1458
Acp-1
0,7973 0,2027 ***
Acp-2
0,5000 0,5000 ***
Akp-1
0,6216 0,3784 ***
Akp-2
1,0000 *** ***
Ca-1
0,4324 0,5676 ***
Ca-2
0,9865 0,0135 ***
Os resultados obtidos para a heterozigosidade média para os 10 locos
analisados estão representados na Tabela 9. O loco que apresentou maior
heterozigosidade média foi o Est-3 (0,6166) e que apresentou a menor
heterozigosidade média foi o Ca-2 (0,0270). A heterozigosidade média para os 10
locos analisados foi de 0,3807 ± 0,2089.
31
Tabela 9 – Heterozigosidade média de isozimas em Cornitermes cumulans para
os 10 locos analisados
Loco Tamanho da amostra
Heterozigosidade
observada
Heterozigosidade
esperada
Est-1
94 0,4043 0,5045
Est-2
98 0,3673 0,4732
Est-3
94 0,7021 0,6166
Est-4
96 0,3333 0,4230
Acp-1
74 0,4054 0,3277
Acp-2
72 0,9444 0,5070
Akp-1
74 0,7568 0,4769
Akp-2
74 0,0000 0,0000
Ca-1
74 0,6486 0,4976
Ca-2
74 0,0270 0,0270
Média
Desvio
82 0,4589
0,3067
0,3807
0,2089
O valor médio de Fis -0,3280 foi verificado. Do total de isozimas
analisadas, sete locos apresentaram valores negativos de Fis, ou seja,
apresentaram excesso de heterozigotos.
Foi estimado um alto valor para o índice de Shannon (0,5882 ± 0,3178)
para essa espécie (Tabela 7).
5.2.2 Diversitermes diversimiles
Os dois ninhos de Diversitermes diversimiles analisados, e 12 regiões de
atividade isoenzimática observadas, das quais: sete regiões de atividade
esterásica (EST) Figura 9, duas regiões de fosfatase ácida (ACP) Figura 4, uma
de fosfatase alcalina (AKP) e duas de anidrase carbônica (CA).
As EST-5 e EST-6 (Figura 9) foram classificadas como α-esterases, pois
apresentaram coloração preta com o substratos α e β-naftil acetato juntos. As
demais esterases foram denominadas de αβ-esterases.
32
Dentre os 12 locos de atividade isoenzimática analisados, seis eram
polimórficos, representando um total de 50% de polimorfismo. As seis regiões
polimórficas detectadas foram esterases, os demais sistemas foram
monomórficos.
O loco Est-5 apresentou três alelos (Tabela 10). Nesta mesma Tabela,
pode-se observar também que o alelo Est-3
A
apresentou a maior freqüência
(0,8889), enquanto o alelo Est-5
C
foi o mais raro (0,0556).
Tabela 10 – Freqüência alélica das isozimas de térmitas Diversitermes diversimiles
Na Tabela 11, podem ser observados os resultados obtidos para a
heterozigosidade média. O loco que apresentou maior heterozigosidade média foi
a Est-4 (0,6000) e a menor foi a Est-3 (0,2032). A heterozigosidade média para os
12 locos analisados foi de 0,2331 ± 0,2608.
Loco Alelo A Alelo B Alelo C
Est-1
0,4706 0,5294 ***
Est-2
0,5952 0,4048 ***
Est-3
0,8889 0,1111 ***
Est-4
0,5000 0,5000 ***
Est-5
0,3333 0,6111 0,0556
Est-6
0,6818 0,3182 ***
Est-7
1,0000 *** ***
Acp-1
1,0000 *** ***
Acp-2
1,0000 *** ***
Akp-1
1,0000 *** ***
Ca -1
1,0000 *** ***
Ca-2
1,0000 *** ***
33
EST-1
EST-3
EST-5
EST-7
10 11 12 13 14 15 16
EST-4
EST-6
EST-1
EST-3
EST-6
EST-2
EST-7
5 4 3 2 1
EST-5
Figura 9 - Padrão eletroforético de esterases de Di vers iter m es divers imiles : 10, 11, 12, 13, 14, 15 e
16 ( A) e 01, 02, 03, 04 e 05 (B ).
+
A
B
EST-1
EST-3
EST-5
EST-7
10 11 12 13 14 15 16
EST-4
EST-6
EST-1
EST-3
EST-6
EST-2
EST-7
5 4 3 2 1
EST-5
Figura 9 - Padrão eletroforético de esterases de Di vers iter m es divers imiles : 10, 11, 12, 13, 14, 15 e
16 ( A) e 01, 02, 03, 04 e 05 (B ).
+
EST-1
EST-3
EST-5
EST-7
10 11 12 13 14 15 16
EST-4
EST-1
EST-3
EST-5
EST-7
10 11 12 13 14 15 16
EST-4
EST-6
EST-1
EST-3
EST-6
EST-2
EST-7
5 4 3 2 1
EST-5
EST-1
EST-3
EST-6
EST-2
EST-7
5 4 3 2 1
EST-5
Figura 9 - Padrão eletroforético de esterases de Di vers iter m es divers imiles : 10, 11, 12, 13, 14, 15 e
16 ( A) e 01, 02, 03, 04 e 05 (B ).
+
A
B
O valor médio de Fis foi de -0,2950. Do total de isozimas analisadas
quatro locos apresentaram valores negativos.
O índice de Shannon foi de 0,3218 (± 0,3528) como pode ser observado
na Tabela 7.
Figura 9. Padrão eletroforético de esterases de Diversitermes diversimiles: 10, 11, 12,
13, 14, 15 e 16 (A) e 1, 2, 3, 4 e 5 (B).
34
Tabela 11 – Heterozigosidade média de isozimas em Diversitermes diversimiles
para os 12 locos analisados
Loco Tamanho da amostra
Heterozigosidade
observada
Heterozigosidade
esperada
Est-1
34 0,9412 0,5134
Est-2
42 0,8095 0,4936
Est-3
36 0,2222 0,2032
Est-4
6 1,0000 0,6000
Est-5
18 0,2222 0,5425
Est-6
44 0,1818 0,4440
Est-7
22 0,0000 0,0000
Acp-1
50 0,0000 0,0000
Acp-2
6 0,0000 0,0000
Akp-1
16 0,0000 0,0000
Ca-1
60 0,0000 0,0000
Ca-2
12 0,0000 0,0000
Média
Desvio
29 0,2814
±0,3957
0,2331
±0,2608
4.2.3. Embiratermes heterotypus
Dessa espécie, foram analisados dois ninhos e detectada a presença de
10 regiões de atividade isoenzimática. Sendo cinco regiões de atividade
esterásica (EST) Figura 10, duas regiões de fosfatase ácida (ACP) Figura 4, uma
de fosfatase alcalina (AKP) e duas de anidrase carbônica (CA). Todas as regiões
de atividade esterásica apresentaram coloração intermediária com os dois
substratos (α e β-naftil acetato) sendo denominadas de αβ-esterases (Figura 10).
35
EST-1
EST-2
EST-3
EST-4
EST-5
10 11 12 13
Figura 10- Padrão eletroforético de
esterase de Embiratermes heterotypus :
10, 11, 12 e 13.
+
EST-1
EST-2
EST-3
EST-4
EST-5
10 11 12 13
Figura 10- Padrão eletroforético de
esterase de Embiratermes heterotypus :
10, 11, 12 e 13.
+
Um baixo número de locos polimórficos foi encontrado, no entanto,
somente três (30%) apresentaram polimorfismo Est-1, Akp-1 e Ca-1.
Na Tabela 12 pode ser verificado que o Ca-1
A
apresentou a maior
freqüência alélica (0,9643), enquanto o alelo Ca-1
B
foi o mais raro (0,0357).
Figura 10. Padrão eletroforético de esterase de Embiratermes heterotypus: 10, 11, 12
e 13.
36
Tabela 12 – Freqüência alélica das isozimas de térmitas Embiratermes heterotypus
Loco Alelo A Alelo B
Est-1
0,5000 0,5000
Est-2
1,0000 ***
Est-3
1,0000 ***
Est-4
1,0000 ***
Est-5
1,0000 ***
Acp-1
1,0000 ***
Acp-2
1,0000 ***
Akp-1
0,9545 0,0455
Ca-1
0,9643 0,0357
Ca-2
1,0000 ***
O loco que apresentou maior heterozigosidade média foi a Est-4 com 0,6000
e a menor heterozigosidade média foi a Ca-1 com 0,0714. A heterozigosidade média
para os 10 locos analisados foi de 0,0670 ± 0,1586 (Tabela 13).
Tabela 13 – Heterozigosidade média de isozimas em Embiratermes heterotypus
para os 10 locos analisados
O valor médio de Fis (-0,8786) indica excesso de heterozigotos, contudo
apenas três locos apresentaram valores negativos de Fis.
Loco Tamanho da amostra
Heterozigosidade
observada
Heterozigosidade
esperada
Est-1
64 1,0000 0,5079
Est-2
16 0,0000 0,0000
Est-3
50 0,0000 0,0000
Est-4
40 1,0000 0,6000
Est-5
12 0,0000 0,0000
Acp-1
64 0,0000 0,0000
Acp-2
12 0,0000 0,0000
Akp-1
22 0,0909 0,0909
Ca-1
28 0,0714 0,0714
Ca-2
44 0,0000 0,0000
Média
Desvio
35 0,1162
±0,3124
0,0670
±0,1586
37
Um baixo índice de diversidade 0,1032 (± 0,2191) foi estimado para essa
espécie (Tabela 6).
4.3. Estrutura de Populações da Subfamília Nasutitermitinae
As três espécies da subfamília Nasutitermitinae: Cornitermes cumulans,
Diversitermes diversimiles e Embiratermes heterotypus foram analisadas.
Considerando as três espécies, foram detectadas 13 regiões de atividade
isoenzimática, sendo sete regiões de atividade esterásica (EST), duas regiões de
fosfatase ácida (ACP) Figura 4, duas de fosfatase alcalina (AKP) Figura 5 e duas
de anidrase carbônica (CA) Figura 6.
Para os 13 locos de atividade isoenzimática analisados, 11 eram
polimórficos, representando um total de 84,62% de polimorfismo.
Entre os locos polimórficos, quatro apresentaram três alelos: Est-2, Est-3,
Est-4 e Est-5 (Tabela14). Nesta Tabela, pode ser verificado também que o loco
que apresentou maior freqüência foi a Ca-2
A
(0,9923), enquanto o alelo Ca-2
B
foi
o mais raro (0,0077).
Tabela 14 – Freqüência alélica das isozimas da subfamília Nasutermitinae
Loco Alelo A Alelo B Alelo C
Est-1
0,5053 0,4947 ***
Est-2
0,3247 0,5519 0,1234
Est-3
0,6461 0,2753 0,0787
Est-4
0,3714 0,5286 0,1000
Est-5
0,5714 0,3929 0,0357
Est-6
0,6818 0,3182 ***
Est-7
1,0000 *** ***
Acp-1
0,9194 0,0806 ***
Acp-2
0,6000 0,4000 ***
Akp-1
0,7411 0,2589 ***
Akp-2
1,0000 *** ***
Ca-1
0,7346 0,2654 ***
Ca-2
0,9923 0,0077 ***
38
Na Tabela 14, pode ser observado o loco que apresentou maior
heterozigosidade média foi a Est-2 (0,5785) e a menor foi a Ca-2 (0,0154). Pode
ser observado, na Tabela 15, que a heterozigosidade média para os 13 locos
analisados foi de 0,3517 ± 0,2260.
Tabela 15 – Heterozigosidade Média de isozimas da subfamília Nasutitermitinae
para os13 locos analisados
O valor médio obtido para o índice de fixação (Fis) foi de -0,3642. Do total
de isozimas analisadas, nove locos apresentaram valores negativos de Fis. Estes
resultados podem ser visualizados na Tabela 16.
Um alto índice de diversidade (índice de Shannon) 0,5383 (± 0,3453) foi
estimado para as 3 espécies de Nasutitermitinae analisadas.
A identidade genética foi estimada de acordo com NEI (1978). A maior
identidade (0,8304) foi estimada entre Diversitermes diversimiles e Embiratermes
heterotypus, enquanto entre Cornitermes cumulans e Embiratermes heterotypus
foi obtido o menor valor (0,5838).
Loco
Tamanho da
amostra
Heterozigosidade
observada
Heterozigosidade
esperada
Est-1
190 0,6947 0,5026
Est-2
154 0,4545 0,5785
Est-3
178 0,4157 0,5035
Est-4
140 0,2714 0,5768
Est-5
28 0,1429 0,5370
Est-6
44 0,1818 0,4440
Est-7
22 0,0000 0,0000
Acp-1
186 0,1613 0,1491
Acp-2
90 0,7556 0,4854
Akp-1
112 0,5179 0,3872
Akp-2
74 0,0000 0,0000
Ca-1
162 0,3086 0,3924
Ca-2
130 0,0154 0,0154
Média
Desvio
116 0,3015
±0,2530
0,3517
±0,2260
39
Tabela 16 – Índice de Fixação (Fis), e Fst para os 13 locos das isozimas
analisados da subfamília Nasutitermitinae
Loco Fis Fst
Est-1
-0,5664 0,0017
Est-2
-0,2385 0,4110
Est-3
-0,1447 0,3111
Est-4
-0,4515 0,4301
Est-5
0,5663 0,7755
Est-6
0,5810 0,8457
Est-7
*** 1,0000
Acp-1
-0,2542 0,1449
Acp-2
-0,8889 0,4000
Akp-1
-0,5213 0,2345
Akp-2
**** 1,0000
Ca-1
-0,2864 0,4193
Ca-2
-0,0137 0,0090
Média -0,3642 0,4150
O dendrograma de agrupamento construído que utilizou o método de
UPGMA pode ser visualizado na Figura 11. Neste dendrograma, podemos
observar que as espécies Diversitermes diversimiles e Embiratermes heterotypus
estão agrupadas, enquanto o Cornitermes cumulans está separada das demais.
Diversitermes diversimiles
Cornitermes cumulans
Embi ra ter me s h eter ot yp us
Figura 11 – Dendrograma baseado na distância de Nei (1978) e similaridade pelo método de
UPGMA da subfamília Nasutitermitinae
0,23
0,09
0,00
Diversitermes diversimiles
Cornitermes cumulans
Embi ra ter me s h eter ot yp us
Figura 11 – Dendrograma baseado na distância de Nei (1978) e similaridade pelo método de
UPGMA da subfamília Nasutitermitinae
0,23
0,09
0,00
Cornitermes cumulans
Embi ra ter me s h eter ot yp us
Figura 11 – Dendrograma baseado na distância de Nei (1978) e similaridade pelo método de
UPGMA da subfamília Nasutitermitinae
0,23
0,09
0,00
Figura 11. Dendrograma baseado na distância de Nei (1978) e similaridade pelo
método de UPGMA da subfamília Nasutitermitinae.
40
4.3.1. Subfamília Termitinae
4.3.2. Dihoplotermes inusitatus
Desta espécie apenas um ninho foi analisado. Cinco regiões de atividade
isoenzimática foram detectadas, sendo três de esterases (EST) Figura 12, e duas
de anidrase carbônica (CA). Todas as regiões de atividade esterásica
apresentaram coloração intermediária com os dois substratos (α e β-naftil acetato)
sendo denominadas de αβ-esterases.
Três locos polimórficos foram observados: Est-1, Est-2 e Ca-1.
EST-1
EST-2
EST-3
8 9 10 11 12
Figura 12- Padrão
eletroforético de esterases
de Dihoplotermes
inusitatus.
+
EST-1
EST-2
EST-3
8 9 10 11 12
Figura 12- Padrão
eletroforético de esterases
de Dihoplotermes
inusitatus.
+
Figura 12. Padrão eletroforético de esterases de Dihoplotermes inusitatus.
41
Na Tabela 17, pode ser observado que o Est-2
A
apresentou a maior
freqüência (0,9583), enquanto o alelo Est-2
B
foi o mais raro (0,0457).
Tabela 17 – Freqüência alélica das isozimas de térmitas Dihoplotermes inusitatus
Loco Alelo A Alelo B
Est-1
0,6250 0,3750
Est-2
0,9583 0,0417
Est-3
1,0000 ***
Ca-1
0,7500 0,2500
Ca-2
1,0000 ***
O loco Est-1 apresentou a maior heterozigosidade média com 0,4891 e que
apresentou a menor heterozigosidade média foi o Est-2 com 0,0833. A
heterozigosidade média para os cinco locos analisados foi de 0,1928 ± 0,2311.
Na Tabela 7, está representada a estimativa do índice de Shannon 0,2794
(± 0,3137) para Dihoplotermes inusitatus.
Os térmitas são encontrados principalmente nas regiões neotropicais, onde
foram descritas 534 espécies das 2867 conhecidas em todo o mundo
(CONSTANTINO, 1998). Maringá é conhecida por sua arborização disseminada
pelas calçadas, canteiros centrais, parques e praças, e fazendo uma avaliação no
estado geral de manutenção, constatou-se que 63,7% das praças apresentam
vegetação em bom ou ótimo estado, de acordo com DE ANGELIS e DE ANGELIS
(2000). Essas características da cidade contribuem para que ocorra uma grande
quantidade de térmitas. Contudo, sua identificação, distribuição e entendimento
das populações ainda são desconhecidos.
Nas análises realizadas, foram coletados térmitas em 12 ninhos de uma
pequena área da FEI – Fazenda Experimental de Iguatemi/Universidade Estadual
42
de Maringá. Todos os ninhos coletados pertencem à família Termitidae com
espécies das três subfamílias. Esses dados sugerem que provavelmente há uma
grande diversidade de espécies desses insetos no noroeste do Estado do Paraná
que ainda é desconhecida. De acordo com o catálogo de térmitas de
CONSTANTINO (1999), essas espécies não haviam sido descritas no Paraná.
Cornitermes cumulans, subfamília Nasutitermitinae, segundo
CONSTATINO (1998), é encontrada nos Estados da Bahia, do Mato Grosso ao
Rio Grande do Sul. Diversitermes diversimiles (Nasutitermitinae) estão
distribuídos na vegetação de cerrado. A espécie Embiratermes heterotypus
(Nasutitermitinae), encontra-se nos Estados do Rio de Janeiro e São Paulo.
Dihoplotermes inusitatus (Termitinae) foram identificados apenas na região de
São Paulo (CONSTATINO, 1998).
Dentre os locos polimórficos observados, quatro apresentaram três alelos
todos pertencentes a espécies da subfamília Nasutermitinae. Nessa subfamília, o
alelo mais freqüente foi Ca-2
A
(0,9923) e o mais raro Ca-2
C
(0,0077). COLLET e
RUVOLO-TAKASUSUKI (2003b), analisando térmitas Nasusitermes de três
localidades do Paraná, verificaram que os alelos mais freqüentes em N. corniger
(Maringá) foi Est-6
F
(0,76). LOPES (2004), analisando 35 locos em térmitas
subterrâneos, detectou 8 locos com três alelos. Do total de esterases analisadas,
a autora observou que o alelo mais freqüente foi Est-32
A
(0,90) e o mais raro Est-
9
C
(0,010).
A análise das freqüências gênicas, para verificar se os desvios nas
freqüências genotípicas esperadas para as populações estudadas, estava em
equilíbrio de Hardy-Weinberg, e demonstrou que em Anoplotermes (subfamília
Apicotermitinae) 7 locos não estão em equilíbrio e que na subfamília
43
Nasutitermitinae foram encontrados 8 locos que não estão em equilíbrio. No
estudo realizado por COLLET e RUVOLO-TAKASUSUKI (2003b), foi observado
que o loco Est-5, tanto para Nasutitermes corniger como para Nasititermes
ephratae, não estava em equilíbrio de Hardy-Weinberg.
A análise de 4 sistemas isoenzimáticos de todas as espécies analisadas
detectou a presença de até 14 locos, sendo no total 23 polimórficos,
correspondendo a um total de 58,77% de polimorfismo. Considerando as
espécies separadamente, foi observado em 3 espécies de Anoplotermes, 57,14%
de poliformismo, em Cornitermes cumulans 90% e Dihoplotermes inusitatus 60%
de polimorfismo. Resultado semelhante foi encontrado por LOPES (2004), que
encontrou 77,14% de polimorfismo em térmitas das respectivas subfamílias
Apicortemitinae e Nasutitermitinae. CLEMENT (1981), analisando isozimas em
Recutilitemes coletados na Europa, detectou um grau de polimorfismo de 50%, e
KORMAN et al. (1991) estimou em Zootermopsis 53% e Z. angusticollis 52,9%.
Em Embiratermes heterotypus foi encontrado um polimorfismo
considerado abaixo de 30%. Valores considerados baixos também foram obtidos
por COLLET e RUVOLO-TAKASUSUKI (2003b), 41,8% de polimorfismo em 17
locos analisados de Nasusitermes corniger, coletados em Maringá e 22,22% de
polimorfismo em 9 locos para Nasusitermes ephratae (Porto Rico, PR).
Foi estimada uma alta heterozigosidade média em Cornitermes cumulans
de 0,3807 ± 0,2089, e na subfamília Nasutitermitinae que apresentou uma
heterozigosidade média de 0,3517 ± 0,2260. Valores similares foram obtidos por
Lopes (2004) para as subfamílias Apicotermitinae e Nasutitermitinae (0,3486 ±
0,2237).
44
Baixos valores de heterozigosidade média foram obtidos para
Embiratermes heterotypus (0,0670 ± 0,1586) mesmo quando comparados com
aqueles estimados para Diversitermes diversimiles e Anoplotermes,
respectivamente, 0,2331 ± 0,2608 e 0,1810 ± 0,2084. Valores similares foram
estimados para Nasutitermes corniger e N. ephrate (0,174 ± 0,233) analisados por
COLLET e RUVOLO-TAKASUSUKI (2003b).
A estatística F de Wright permite fazer várias inferências sobre a estrutura
de populações dos térmitas. O valor de Fis (índice de fixação) permite avaliar o
endocruzamento que ocorre dentro das populações. O valor médio encontrado
para a subfamília Nasutitermitinae foi de -0,3642 e para o gênero Anoplotermes
foi de –0,2043. Segundo LOPES (2004), o valor médio de Fis encontrado em
térmitas da subfamília Nasutitermitinae e Apicotermitinae, foi de -0.4174.
Os valores estimados da heterozigosidade média e da estatística F
indicam que as espécies de térmitas analisadas não apresentam endogamia entre
os indivíduos nem entre as populações. As heterozigosidades estimadas estão
mostrando alta variabilidade genética nesses insetos. Esse fato pode ser
decorrência de vários fatores como baixo grau de parentesco entre os
reprodutores dos ninhos, pode estar ocorrendo grande dispersão dos alados para
acasalamento ou ainda, o ninho pode estar sendo originado por vários
reprodutores.
Vários autores tentam explicar a origem e manutenção da socialidade nos
térmitas devido à endogamia que ocorre dentro dos ninhos em algumas espécies
(BARTZ, 1979), pela troca de simbiontes intestinais durante as mudas (TRIVERS,
1985; GULLAN e CRANSTON, 1994; WILSON, 1971), e por fatores ecológicos
(HUSSENEDER et al., 1999).
45
Outro fator que pode atuar, aumentando a variabilidade e poderia interferir
na manutenção da socialidade, é o número de reprodutores que inicia o ninho dos
térmitas. Contudo, vários estudos têm demonstrado que número de reprodutores
na formação do ninho varia de acordo com a espécie (GOODISMAN e CROZIER,
2002).
DRONNET et al. (2005), estudando a estrutura de populações de
Reticulitermes santonensis urbanos da França, em regiões de microssatélites,
verificaram que as colônias eram originadas com um par de reprodutores
neotênicos. Em espécies próximas da América do Norte como a Reticulitermes
flavipes, 25% das colônias consistiam em pequenos números de reprodutores
neotênicos, também foi verificado que 75% das colônias eram consideradas
simples, ou seja, a colônia era originada apenas com reprodutores primários, e 1-
2% eram famílias mistas (VARGO 2003a, b; DEHEER e VARGO, 2004), enquanto
populações de Massachusetts continham numerosos neotênicos, cerca de 33%
eram de família simples e 10% de famílias mistas (BULMER et al., 2001).
Em um estudo realizado com populações de Reticulitermes santonensis,
coletados na floresta La Coubre, empregando um único marcador aloenzimático,
CLEMENT (1981), foi verificada alta proporção nas colônias de operários que
apresenta genótipos consistentes com a presença de famílias simples.
THOMPSON e HERBERT (1998) verificaram que menos de 5% das populações
de Nasutitermes nigriceps eram descendentes de um par de reprodutores, que
indica desvio da segregação mendeliana na expectativa de um ou mais locos.
GOODISMAN e CROZIER (2002) analisaram a estrutura de populações
de Mastotermes darwiniensis na Austrália, por meio de microssatélites e,
observaram diferentes ontogenias para os ninhos estudados. Nesse estudo, foi
46
verificado que 26,3% das colônias originaram de um único par de reprodutores.
Mas, 47,4% das colônias estudadas podem ter sido originadas por múltiplos
acasalamentos neotênicos derivados de um único par. As outras colônias dentro
da população foram originadas por mais que dois pares reprodutores não
aparentados.
Segundo PAMILO et al. (1997), a diferença, em colônias, pode resultar de
vários níveis de poliandria como em Lasius niger, ou de poligênia em espécies de
formigas. Análises genéticas confirmam a existência de poliandria e poligênia, em
insetos sociais, consistindo na mistura de patrilinhagens e matrilinhagens. A
existência de várias matrilinhagens e patrilinhagens em uma colônia afeta a
integridade da colônia, pelo aumento na diversidade, que sugere reconhecimento
dos indivíduos do ninho (PAMILO et al., 1997).
O dendrograma construído pelo método UPGMA para Anoplotermes
evidencia que as espécies D e C apresentam menor distância genética que a
espécie B, nesse caso será necessário aumentar o número de locos analisados e
avaliar melhor as características morfológicas para identificar as espécies.
A análise de três espécies da subfamília Nasutermitinae permitiu construir
um dendrograma que mostra que Cornitermes cumulans possui uma distância
genética maior em relação à Diversitermes diversimiles e à Embiratermes
heterotypus que são mais próximas. Essa distância genética estimada é
corroborada pela morfologia e biologia dessas espécies. C. cumulans é uma
espécie de térmita muito comum em pastagens e em ambientes urbanos faz
montículos e se alimenta de raízes de vegetais, já D. diversimiles são
encontrados em florestas e no cerrado e vivem em ninhos de outros cupins e em
47
madeira podre, E. heterotypus são humívoros e considerados térmitas primitivos
(CONSTANTINO, 1998).
48
5. CONCLUSÕES
1. As espécies analisadas apresentaram uma alta variabilidade genética;
2. As esterases foram as isozimas que apresentaram maior grau de
polimorfismo;
3. O dendrograma construído pelo método UPGMA para Anoplotermes evidencia
que as espécies D e C apresentam menor distância genética que a espécie B;
4. Provavelmente há ausência de endogamia nas espécies estudadas;
5. As espécies encontradas na Fazenda Experimental de Iguatemi (FEI) ainda
não haviam sido descritas no Paraná;
6. A manutenção da socialidade nos térmitas precisa ser mais bem avaliada, e
novos modelos para o seu entendimento devem ser propostos, pois o modelo
proposto por Hamilton (1964) e modificações feitas, posteriormente, não
explicam satisfatoriamente a complexidade da estrutura de populações
desses insetos.
49
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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