( PDF ) Extração de pigmentos de urucum e estabilidade de seus extratos e de sementes

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SANDRA BERGAMINI LEO

SANDRA BERGAMINI LEOSANDRA BERGAMINI LEO

SANDRA BERGAMINI LEONARDO

NARDONARDO

NARDO

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTESESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

SÃO CAETANO DO SUL

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2007

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SANDRA BERGAMINI LEO

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NARDONARDO

NARDO

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTESESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

Dissertação apresentada à Escola de

Engenharia Mauá do Centro

Universitário do Instituto Mauá de

Tecnologia para obtenção do Título de

Mestre em Engenharia de Processos

Químicos e Bioquímicos.

Linha de Pesquisa: Projeto de Processos

Químicos

Orientadora: Profª Drª Antonia Miwa

Iguti

SÃO CAETANO DO SUL

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2007

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NARDONARDO

NARDO

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

EXTRAÇÃO DE PIGMENTOS DE URUCUM E

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTESESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

ESTABILIDADE DE SEUS EXTRATOS E DE SEMENTES

Dissertação apresentada à Escola de

Engenharia Mauá do Centro

Universitário do Instituto Mauá de

Tecnologia para obtenção do Título de

Mestre em Engenharia de Processos

Químicos e Bioquímicos.

Linha de Pesquisa: Projeto de Processos

Químicos

Orientadora: Profª Drª Antonia Miwa

Iguti

Banca examinadora:

Antonia Miwa Iguti

Orientadora

(CEUN IMT)

Eliana Paula Ribeiro

(CEUN IMT)

Flavio Finardi Filho

(FCF - USP)

SÃO CAETANO DO SUL

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2007

20072007

2007

À minha mãe e aos meus filhos que,

pacientemente e com entusiasmo,

acompanharam a realização deste

trabalho e ao meu marido, cujo apoio e

participação ativa foram fundamentais à

sua conclusão.

AGRADECIMENTOS

AGRADECIMENTOSAGRADECIMENTOS

AGRADECIMENTOS

Ao Sr. Wilson Mathias, que motivou e incentivou minhas pesquisas sobre os

corantes de urucum.

Aos Srs. Arnaldo José Sesnique, José Carlos Fossalussa e Engª Priscila Nogueira

Leme Palhuchi,, cujos conhecimentos sobre análise laboratorial e extração dos

pigmentos de urucum foram fundamentais para meu aprimoramento.

Aos professores do Centro Universitário do Instituto Mauá de Tecnologia, em

particular ao Prof. Paulo Sergio Colli Bógus, Prof. Dr. Roberto de Aguiar Peixoto,

Prof. Dr. Gustavo Leonhardt, Profa. Edilene Adell e Profa. Cristiane Maria Barra

da Matta, que acreditaram na minha capacidade.

À Maria Margareth Marques, secretária da Coordenadoria de Pós-graduação,

cuja amizade e profissionalismo fizeram com que eu conseguisse cumprir todas as

etapas deste projeto com otimismo e segurança.

Ao Prof. Dr. José Luiz Fejfar, cujas aulas de Química me ajudaram a esclarecer

alguns tópicos necessários ao desenvolvimento do meu trabalho.

Ao Prof. Edison Paulo Triboli, cujo profundo conhecimento sobre elaboração de

trabalhos acadêmicos foi de suma importância ao preparo da parte textual da

minha dissertação.

Às bibliotecárias Cleide Maria Maeda Hirata, Durcelina Francisco de Araújo

(Dulce), Nilza Neves dos Santos e Eloísa dos Santos Silva que, com dedicação,

ajudaram-me a buscar vários artigos imprescindíveis à realização deste trabalho.

Às técnicas químicas Inês Aparecida Santana e Adinéia F. Souza que tiveram

participação ativa na fase experimental e que se mostraram excelentes

profissionais e grandes amigas.

Ao Engenheiro Agrônomo e

Doctor of Science

Camilo Flamarion de Oliveira

Franco, pelo gentil envio do seu livro sobre o agronegócio do urucum.

Ao Engenheiro Agrônomo e Doutor Flávio Araújo Pimentel, pesquisador III da

Embrapa, ao Engenheiro Químico e Doutor Gabriel Francisco da Silva, professor

associado da Universidade Federal de Sergipe, ao GRSC MSc PhD CChem. FRSC

Michael Scotter, do

Central Science Laboratory

de Sand Hutton, York, UK e ao

Ph.D., CChem., FRSC Muralee G. Nair do

173 National Food Safety & Toxicology

Center

da Universidade de Michigan, que, gentilmente, enviaram-me seus

trabalhos acadêmicos.

À minha orientadora, Prof

Antonia Miwa Iguti cuja dedicação, apoio,

inteligência e capacidade ímpares mostraram-me que, para a realização de um

trabalho científico bem fundamentado, há a necessidade da incansável busca pelo

conhecimento e muita dedicação.

Aos meus amigos e familiares, que me apoiaram e incentivaram, e a Deus, que

tem estado presente em minha vida em todos os momentos.

"É preciso que não tenham medo de dizer

alguma coisa que possa ser considerada

como erro. Porque tudo que é novo, aparece

aos olhos antigos como coisa errada. É

sempre nesta violação do que é considerado

certo, que nasce o novo e há a criação. E

este espírito deve ser redescoberto pela

juventude brasileira" (Mário Schenberg).

RESUMO

RESUMORESUMO

RESUMO

Este trabalho teve os seguintes objetivos: encontrar um solvente que

apresentasse uma eficácia de extração dos pigmentos do urucum comparável à do

clorofórmio, verificar o efeito da acetona na degradação desses mesmos pigmentos

e avaliar a velocidade de degradação dessas substâncias em sementes moídas, em

dispersão oleosa e em soluções de clorofórmio, de acetona e de metiletilcetona. Os

resultados indicaram que, mantendo constante a proporção entre as quantidades

de sementes e de solventes, a acetona foi o único solvente capaz de extrair tão

bem quanto o clorofórmio, seguido pela metiletilcetona. O etanol, o hexano e o

acetato de etila não apresentaram resultados satisfatórios. Quanto ao efeito da

acetona sobre os pigmentos do urucum, durante o armazenamento por 20

semanas na ausência da luz, a –17 ºC não houve qualquer modificação na sua

concentração. Quanto à velocidade de degradação dos pigmentos em solução de

acetona, de clorofórmio e de metiletilcetona, separadamente, os resultados

indicaram ser o extrato em acetona o mais resistente à degradação sob luz

fluorescente, seguido pelo extrato em clorofórmio. O extrato em metiletilcetona foi

o mais sensível. Quanto às sementes, as melhores condições para a conservação

do teor de bixina durante 16 semanas, foram obtidas a –17 ºC e a 12 ºC, na

ausência da luz. Quanto aos extratos oleosos, os resultados indicaram que,

embora esse dispersante não apresente uma boa eficiência de extração, durante

esse mesmo período de 16 semanas, na ausência da luz, os pigmentos resistiram

à degradação, seja na presença do oxigênio ou na sua ausência.

Palavras-chave: urucum, bixina, extração, solventes, degradação,

Bixa orellana

ABSTRACT

ABSTRACTABSTRACT

ABSTRACT

This work had the following objectives: to find a solvent able to extract the

annatto pigments with the same efficacy as chloroform, to verify how acetone

affects the degradation of same annatto pigments and evaluate degradation

velocity of these substances in milled seeds, in oil extract and in chloroform,

acetone and methyl ethyl ketone solutions. The results have indicated that,

keeping invariable the proportion between seeds and solvents, acetone was the

only one able to extract so well as chloroform, followed by methyl ethyl ketone.

Ethanol, hexane and ethyl acetate have not showed satisfactory results. With

reference to acetone effects on annatto pigments along the storage period of 20

weeks, in absence of light, at -17 °C no modification has occurred in concentration

levels. Concerning degradation velocity of pigments in acetone, chloroform and

methyl ethyl ketone solutions, separately, the results have indicated that the

acetone extract was the most resistant to degradation by fluorescent light,

followed by chloroform. The methyl ethyl ketone extract was the most affected.

Referring to seeds, the best conditions for bixin conservation during 16 weeks

have been obtained at -17 °C and at 12 °C, in absence of light. Related to oil

extracts, the results have indicated that, although the oil has not shown good

extract efficiency, the pigments resisted the degradation during the same period

of 16 weeks, in absence of light, with and without Oxygen.

Keywords: annatto, bixin, extraction, solvent, degradation,

Bixa orellana

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

LISTA DE ILUSTRAÇÕESLISTA DE ILUSTRAÇÕES

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Figura 01 - Espectro eletromagnético................................................................................................. 21

Figura 02 - Corantes de maior produção no Brasil entre as indústrias pesquisadas.,

Mascarenhas et al, 1999. ................................................................................................. 27

Figura 03 - Estrutura química de alguns carotenóides, Fontana et al, 2000. ................................. 29

Figura 04 - Planta de urucuzeiro (

Bixa orellana L

.), Franco et al, 2002.......................................... 31

Figura 05 - Flor e frutos de

Bixa orellana L

....................................................................................... 32

Figura 06 - Flor e frutos de

Bixa orellana L

....................................................................................... 32

Figura 07 - Cachopas de

Bixa orellana L

. .......................................................................................... 33

Figura 08 - Cachopas e sementes de

Bixa orellana L

........................................................................ 33

Figura 09 - Estrutura química dos pigmentos do urucum, adaptado por Silva, 1999. ................... 40

Figura 10 - Câmara de Secagem de Leito Fixo. Silva, 1991.............................................................. 48

Figura 11 - Câmara de Secagem de Leito de Jorro. Silva, 1991 ....................................................... 49

Figura 12 - Sistema de extração dos pigmentos do urucum com CO

supercrítico, Silva, 1999..... 52

Figura 13 - Influência do ambiente físico na degradação da bixina, Fontana et al, 2000. ............. 55

Figura 14 - Montagem do sistema para o ensaio de perda de cor na presença de luz

fluorescente....................................................................................................................... 67

Figura 15 - Amostras de extrato oleoso acondicionadas em béqueres de 50 mL, protegidas da

luz, na presença de O

...................................................................................................... 68

Figura 16 - Amostras de extrato oleoso acondicionadas em seringas plásticas, protegidas da

luz, sem O

........................................................................................................................ 68

Figura 17 - Amostra de extrato oleoso em seringa lacrada com filme plástico, sem O

,................. 69

Figura 18 - Amostras de extrato oleoso com e sem O

, sob luz fluorescente.................................... 69

Figura 19 - Amostras de extrato oleoso transferidas para balão volumétrico de 100 mL e

volume completado com acetona ..................................................................................... 70

Figura 20 - Amostras de extrato oleoso com as diluições necessárias para leitura

espectrofotométrica .......................................................................................................... 70

Figura 21 - Amostras de sementes embaladas em sacos plásticos transparentes a vácuo, sem

....................................................................................................................................... 71

Figura 22 - Amostra de semente armazenada em béquer, com O

, sob luz fluorescente................ 72

Figura 23 - Kit completo de amostras de sementes e extrato oleoso, protegidas da luz, com e

sem O

............................................................................................................................... 72

Figura 24 - Cinética da degradação dos pigmentos diluídos

em acetona, clorofórmio e

metiletilcetona, separadamente, sob luz fluorescente ................................................... 76

Figura 25 - Efeito do O

na degradação dos pigmentos de extrato oleoso armazenado em

freezer, protegido da luz................................................................................................... 78

Figura 26 - Efeito do O

na degradação dos pigmentos de extrato oleoso armazenado em

geladeira, protegido da luz............................................................................................... 78

Figura 27 - Efeito do O

na degradação dos pigmentos de extrato oleoso armazenado em

temperatura ambiente, protegido da luz ........................................................................ 78

Figura 28 - Efeito da temperatura na degradação dos pigmentos de extrato oleoso armazenado

sem O

, protegido da luz .................................................................................................. 79

Figura 29 - Teor de pigmentos de extrato armazenado a 35 °C sob luz e de extrato armazenado

em temperatura ambiente na ausência de luz, ambos na presença de O

................... 80

Figura 30 - Efeito do O

na degradação de sementes de urucum armazenadas em freezer,

protegidas da luz .............................................................................................................. 81

Figura 31 - Efeito do O

na degradação de sementes de urucum armazenadas em geladeira,

protegidas da luz .............................................................................................................. 82

Figura 32 - Efeito do O

na degradação de sementes de urucum armazenadas em temperatura

ambiente, protegidas da luz............................................................................................. 82

Figura 33 - Efeito do O

na degradação das sementes de urucum armazenadas a 35 ºC, sob luz

fluorescente....................................................................................................................... 82

Figura 34 - Efeito da temperatura na degradação das sementes de urucum armazenadas

protegidas da luz e de O

.................................................................................................. 83

Figura 35 - Teor de pigmentos de extrato armazenado a 35 °C sob luz e de extrato armazenado

em temperatura ambiente na ausência de luz, ambos na ausência de O

.................... 84

Figura 36 - Degradação dos pigmentos sob luz fluorescente, em temperatura ambiente,

solubilizados em acetona contendo α

αα

α-tocoferol............................................................... 89

LISTA DE TABELAS

LISTA DE TABELASLISTA DE TABELAS

LISTA DE TABELAS

Tabela 01 - Classificação de corantes ................................................................................................. 22

Tabela 02 - Classificação das sementes de urucum segundo suas características físico-

químicas. ........................................................................................................................... 36

Tabela 03 - Estrutura e peso molecular dos pigmentos das sementes do urucum .......................... 39

Tabela 04 - Especificações técnicas para obtenção dos extratos de urucum .................................... 42

Tabela 05 - Extração dos pigmentos de urucum com diferentes solventes. ..................................... 74

Tabela 06 - Percentuais de pigmento remanescente nos extratos oleosos de urucum e nas

sementes, armazenados sob diferentes condições. ......................................................... 77

Tabela 07 - Fração mássica perdida de bixina ................................................................................... 86

Tabela 08 - Teores médios de pigmentos totais diluídos em acetona, armazenados....................... 87

SUMÁRIO

SUMÁRIOSUMÁRIO

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO

INTRODUÇÃOINTRODUÇÃO

INTRODUÇÃO ................................

................................................................

..........................................................

....................................................

.......................... 16

1616

2 OBJETIVOS

OBJETIVOSOBJETIVOS

OBJETIVOS................................

................................................................

...............................................................

..............................................................

............................... 20

2020

3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

REVISÃO BIBLIOGRÁFICAREVISÃO BIBLIOGRÁFICA

REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................

................................................................

.....................................

..........

..... 21

2121

3.1

3.13.1

3.1 Pigmentos

PigmentosPigmentos

Pigmentos ................................

................................................................

..................................

....

.. 21

2121

3.1.1

DEFINIÇÃO E CLASSIFICAÇÃO................................................................21

3.1.2

LEGISLAÇÃO................................................................................................23

3.1.3

PRINCIPAIS CORANTES UTILIZADOS NA INDÚSTRIA DE

ALIMENTOS .................................................................................................25

3.1.4

cAROTENOIDES...........................................................................................27

3.2

3.23.2

3.2 Considerações gerais sobre o urucum

Considerações gerais sobre o urucumConsiderações gerais sobre o urucum

Considerações gerais sobre o urucum ................................

................................................................

........................................................

................................................

........................ 30

3030

3.2.1

CARACTERÍSTICAS BOTÂNICAS DO URUCUZEIRO.............................30

3.2.2

CLASSIFICAÇÃO DAS SEMENTES DO URUCUZEIRO ..........................35

3.2.3

PROPRIEDADES DOS EXTRATOS DAS SEMENTES DE URUCUM .....37

3.3

3.33.3

3.3 Especificações Técnicas para obtenção dos extratos de urucum

Especificações Técnicas para obtenção dos extratos de urucumEspecificações Técnicas para obtenção dos extratos de urucum

Especificações Técnicas para obtenção dos extratos de urucum ................

................................

................ 41

4141

3.4

3.43.4

3.4 Características dos diferentes extratos obtidos de sementes de urucum

Características dos diferentes extratos obtidos de sementes de urucum Características dos diferentes extratos obtidos de sementes de urucum

Características dos diferentes extratos obtidos de sementes de urucum

e suas aplicações

e suas aplicaçõese suas aplicações

e suas aplicações ................................

................................................................

........................................................

................................................

........................ 43

4343

3.5

3.53.5

3.5 Métodos de extração e análise dos pigmentos das sementes de urucum

Métodos de extração e análise dos pigmentos das sementes de urucumMétodos de extração e análise dos pigmentos das sementes de urucum

Métodos de extração e análise dos pigmentos das sementes de urucum....

........

.... 44

4444

3.5.1

MÉTODOS DE EXTRAÇÃO E ANÁLISE COM O USO DE

SOLVENTES .................................................................................................44

3.5.2

EXTRAÇÃO EM LEITO FIXO E EM LEITO DE JORRO...........................47

3.5.3

EXTRAÇÃO COM CO

SUPERCRÍTICO.....................................................50

3.6

3.63.6

3.6 Períodos e condições de

Períodos e condições de Períodos e condições de

Períodos e condições de armazenamento das sementes e extratos de

armazenamento das sementes e extratos de armazenamento das sementes e extratos de

armazenamento das sementes e extratos de

urucum

urucumurucum

urucum................................

................................................................

.......................................

..............

....... 52

5252

3.7

3.73.7

3.7 Solventes

SolventesSolventes

Solventes ................................

................................................................

....................................

........

.... 56

5656

3.7.1

CLOROFÓRMIO............................................................................................56

3.7.2

ACETONA......................................................................................................59

3.7.3

ACETATO DE ETILA....................................................................................61

3.7.4

METILETILCETONA (MEC) .......................................................................62

3.7.5

ETANOL ........................................................................................................62

3.7.6

HEXANO........................................................................................................63

4 MATERIAIS E MÉTODOS

MATERIAIS E MÉTODOSMATERIAIS E MÉTODOS

MATERIAIS E MÉTODOS ................................

................................................................

........................................

................

........ 64

6464

4.1

4.14.1

4.1 Materiais

MateriaisMateriais

Materiais................................

................................................................

....................................

........

.... 64

6464

4.1.1

EQUIPAMENTOS E UTENSÍLIOS .............................................................64

4.1.2

MATERIAL E REAGENTES ........................................................................65

4.2

4.24.2

4.2 Métodos

MétodosMétodos

Métodos ................................

................................................................

......................................

............

...... 65

6565

4.2.1

EXTRAÇÃO DOS PIGMENTOS...................................................................65

4.2.2

EXTRAÇÃO COM DIFERENTES SOLVENTES.........................................65

4.2.3

CINÉTICA DA DEGRADAÇÃO DA BIXINA DILUÍDA EM ACETONA,

METILETILCETONA E CLOROFÓRMIO, SEPARADAMENTE ..............66

4.2.4

EXTRAÇÃO E ANÁLISE DA DEGRADAÇÃO DOS EXTRATOS

OLEOSOS DE URUCUM ARMAZENADOS SOB DIFERENTES

CONDIÇÕES .................................................................................................67

4.2.5

DEGRADAÇÃO DOS PIGMENTOS DE SEMENTES DE URUCUM

“IN NATURA”, ARMAZENADAS SOB DIFERENTES CONDIÇÕES .......71

4.2.6

DEGRADAÇÃO DOS PIGMENTOS DE URUCUM, DILUÍDOS EM

ACETONA, ARMAZENADOS SOB DIFERENTES CONDIÇÕES.............73

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO

RESULTADOS E DISCUSSÃORESULTADOS E DISCUSSÃO

RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................

................................................................

.................................

. 74

7474

5.1

5.15.1

5.1 Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes. .................

..................................

................. 74

7474

5.2

5.25.2

5.2 Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluo

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluometiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluo

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescente

rescenterescente

rescente.......

..............

....... 75

7575

5.3

5.35.3

5.3 Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

diferentes condições

diferentes condiçõesdiferentes condições

diferentes condições ................................

................................................................

...................................................

......................................

................... 77

7777

5.4

5.45.4

5.4 Análise da degradação das

Análise da degradação das Análise da degradação das

Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas

sementes de urucum moídas, armazenadas sementes de urucum moídas, armazenadas

sementes de urucum moídas, armazenadas

sob diferentes condições

sob diferentes condiçõessob diferentes condições

sob diferentes condições ................................

................................................................

.............................................

..........................

............. 80

8080

5.5

5.55.5

5.5 Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum,

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum, Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum,

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum,

extraídos com acetona, armazenados a 35

extraídos com acetona, armazenados a 35 extraídos com acetona, armazenados a 35

extraídos com acetona, armazenados a 35

°°

C, em temperatura

C, em temperatura C, em temperatura

C, em temperatura

ambi

ambiambi

ambiente, em geladeira, e em freezer.

ente, em geladeira, e em freezer.ente, em geladeira, e em freezer.

ente, em geladeira, e em freezer.................................

................................................................

........................................................

................................................

........................ 87

8787

5.6

5.65.6

5.6 Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em

acetona, contendo

acetona, contendo acetona, contendo

acetona, contendo α

αα

α-

-tocoferol, sob luz fluorescente.

tocoferol, sob luz fluorescente.tocoferol, sob luz fluorescente.

tocoferol, sob luz fluorescente.................................

................................................................

...................................

......

... 88

8888

6 CONCLUSÕES

CONCLUSÕESCONCLUSÕES

CONCLUSÕES ................................

................................................................

..........................................................

....................................................

.......................... 91

9191

6.1

6.16.1

6.1 Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes. .................

..................................

................. 91

9191

6.2

6.26.2

6.2 Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência demetiletilcetona, separadamente, sob a incidência de

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescente

luz fluorescente luz fluorescente

luz fluorescente .......

..............

....... 91

9191

6.3

6.36.3

6.3 Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

diferentes condições

diferentes condiçõesdiferentes condições

diferentes condições ................................

................................................................

...................................................

......................................

................... 91

9191

6.4

6.46.4

6.4 Análise da degrad

Análise da degradAnálise da degrad

Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas

ação das sementes de urucum moídas, armazenadas ação das sementes de urucum moídas, armazenadas

ação das sementes de urucum moídas, armazenadas

sob diferentes condições

sob diferentes condiçõessob diferentes condições

sob diferentes condições ................................

................................................................

.............................................

..........................

............. 92

9292

6.5

6.56.5

6.5 Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum,

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum, Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum,

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum,

extraídos com acetona, armazenados a 35

extraídos com acetona, armazenados a 35 extraídos com acetona, armazenados a 35

extraídos com acetona, armazenados a 35

°°

C, em tempera

C, em temperaC, em tempera

C, em temperatura

tura tura

tura

ambiente, em geladeira, e em freezer.

ambiente, em geladeira, e em freezer.ambiente, em geladeira, e em freezer.

ambiente, em geladeira, e em freezer.................................

................................................................

........................................................

................................................

........................ 93

9393

6.6

6.66.6

6.6 Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em

acetona, contendo

acetona, contendo acetona, contendo

acetona, contendo α

αα

α-

-tocoferol, sob luz fluorescente.

tocoferol, sob luz fluorescente.tocoferol, sob luz fluorescente.

tocoferol, sob luz fluorescente.................................

................................................................

...................................

......

... 93

9393

7 SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS

SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROSSUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS

SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS................................

................................................................

.........................................

..................

......... 94

9494

APÊNDICE A

APÊNDICE A APÊNDICE A

APÊNDICE A -

- Extratos de annatto (bixina extraída com solvente)

Extratos de annatto (bixina extraída com solvente) Extratos de annatto (bixina extraída com solvente)

Extratos de annatto (bixina extraída com solvente)..................

....................................

..................104

104104

104

APÊNDICE B

APÊNDICE B APÊNDICE B

APÊNDICE B -

- Extratos de annatto (bixina extraída por processo oleoso)

Extratos de annatto (bixina extraída por processo oleoso) Extratos de annatto (bixina extraída por processo oleoso)

Extratos de annatto (bixina extraída por processo oleoso) -

Experimental

xperimentalxperimental

xperimental ................................

................................................................

............................................................

........................................................

............................106

106106

106

APÊNDICE C

APÊNDICE C APÊNDICE C

APÊNDICE C -

- Extratos de annatto (bixina extraída por processo aquoso)

Extratos de annatto (bixina extraída por processo aquoso) Extratos de annatto (bixina extraída por processo aquoso)

Extratos de annatto (bixina extraída por processo aquoso) ......

............

......108

108108

108

APÊNDICE D

APÊNDICE D APÊNDICE D

APÊNDICE D -

- Norbixina extraída com solvente

Norbixina extraída com solvente Norbixina extraída com solvente

Norbixina extraída com solvente ................................

................................................................

..............................................

............................

..............110

110110

110

APÊNDICE E

APÊNDICE E APÊNDICE E

APÊNDICE E -

- Norbixina obtida por processo alcalino sem precipitação por

Norbixina obtida por processo alcalino sem precipitação por Norbixina obtida por processo alcalino sem precipitação por

Norbixina obtida por processo alcalino sem precipitação por

ácido

ácidoácido

ácido ................................

................................................................

..........................................

....................

..........112

112112

112

APÊNDICE F

APÊNDICE F APÊNDICE F

APÊNDICE F -

- Norbixina obtida por processo alcalino, com precipitação por

Norbixina obtida por processo alcalino, com precipitação por Norbixina obtida por processo alcalino, com precipitação por

Norbixina obtida por processo alcalino, com precipitação por

ácido

ácidoácido

ácido ................................

................................................................

..........................................

....................

..........114

114114

114

ANEXO A

ANEXO A ANEXO A

ANEXO A –

––

– Annatto extracts (solvent

Annatto extracts (solvent Annatto extracts (solvent

Annatto extracts (solvent-

-extracted bixin)

extracted bixin)extracted bixin)

extracted bixin) ................................

................................................................

.....................................

..........

.....116

116116

116

ANEXO

ANEXO ANEXO

ANEXO B

–

––

– Annatto extracts (oil

Annatto extracts (oil Annatto extracts (oil

Annatto extracts (oil-

-processed

processed processed

processed bixin) (tentative)

bixin) (tentative)bixin) (tentative)

bixin) (tentative)...........................

......................................................

...........................118

118118

118

ANEXO C

ANEXO C ANEXO C

ANEXO C –

––

– Annatto extracts (aqueous

Annatto extracts (aqueous Annatto extracts (aqueous

Annatto extracts (aqueous-

-processed bixin)

processed bixin)processed bixin)

processed bixin) ................................

................................................................

...................................

......

...120

120120

120

ANEXO

ANEXO ANEXO

ANEXO D

–

––

– Annatto extra

Annatto extra Annatto extra

Annatto extracts (solvent

cts (solventcts (solvent

cts (solvent-

-extracted norbixin)

extracted norbixin)extracted norbixin)

extracted norbixin)................................

................................................................

................................122

122122

122

ANEXO

ANEXO ANEXO

ANEXO E

–

––

– Annatto

Annatto Annatto

Annatto extracts (alkali

extracts (alkali extracts (alkali

extracts (alkali-

-processed norbixin, not acid

processed norbixin, not acidprocessed norbixin, not acid

processed norbixin, not acid-

precipitaded)

precipitaded)precipitaded)

precipitaded) ................................

................................................................

.............................................................

..........................................................

.............................125

125125

125

ANEXO

ANEXO ANEXO

ANEXO F

–

––

– Annatto extracts (alkali

Annatto extracts (alkali Annatto extracts (alkali

Annatto extracts (alkali-

-processed norbixin

processed norbixinprocessed norbixin

processed norbixin, acid

, acid, acid

, acid-

-precipitated)

precipitated)precipitated)

precipitated) .....

..........

.....127

127127

127

1 INTRODUÇÃO

INTRODUÇÃOINTRODUÇÃO

INTRODUÇÃO

Existem milhares de exemplos de pinturas pré-históricas, encontradas em

centenas de cavernas. Elas pertencem à cultura do homem do Paleolítico

Superior (cerca de 50.000 a 10.000 anos atrás). Os pigmentos usados nessas

pinturas eram extraídos de óxidos minerais, ossos carbonizados, carvão vegetal e,

possivelmente, sangue dos animais abatidos.

Já na antiguidade, na cidade de Tiro, fabricava-se a famosa tinta de púrpura,

obtida pela segregação da glândula anal de um gênero de moluscos gastrópodes

como, por exemplo, da espécie

Murex senegalensis

. Era utilizada como corante

natural de tecidos e considerada a mais cara e mais desejada das cores da época.

Com o advento dos tempos coloniais, a árvore do pau-brasil passou a ser

exportada em toras de 1,5 m para a Europa e Ásia, onde era transformada em

cavacos moídos utilizados para tingir tecidos de linho, seda e algodão, conferindo

aos panos um tom carmesim ou purpúreo, muito próximo do produzido pelos

crustáceos do mar (Costa, 2002). Gradativamente, outros corantes naturais

vegetais e animais foram sendo descobertos.

Com relação às matérias corantes sintéticas, estas foram descobertas na

Inglaterra em 1856 e na França em 1859. A Alemanha veio fazer seu primeiro

trabalho em 1869 com a síntese da alizarina e é desse país que nos vêm os

corantes e os perfumes sintéticos, os produtos químicos puros pró-análise, os

produtos de fotografia, os explosivos, os desinfetantes, as drogas para a indústria

manufatureira, os adubos etc. (Santos et al., 2006).

Quanto à aplicação de corantes em alimentos, embora seja uma prática antiga, a

preocupação com a segurança é relativamente recente. Seu crescente uso

determinou o estabelecimento de normas em diversos países, já desde o início do

século XX. As medidas legais vão desde a proibição até o uso livre de

determinados corantes. Entre os dois limites extremos, essa permissão está

condicionada à demonstração da segurança através de ensaios toxicológicos em

animais de laboratório e no homem (Nazário, 1989).

E, através desses estudos, sabe-se que, apesar de os corantes sintéticos possuírem

bom poder tintorial, apresentarem uniformidade na coloração, grande

disponibilidade no mercado e variedade de cores, alguns desses corantes

provocam doenças da tireóide, lesões no fígado, hiperacidez, alergia tipo asma,

rinite e urticária (Guimarães, 1996).

A literatura científica é farta em apontar cuidados com a ingestão dos corantes

sintéticos, a despeito do ainda grande uso deles pelos produtores de alimentos e

bebidas processadas. Esses corantes são pigmentos ou tintas sintéticas do grupo

azóico, sendo a maior parte delas sintetizada a partir do alcatrão do carvão

mineral. Sabe-se que 20% da população é alérgica a esses corantes artificiais. Em

comum, trata-se de pessoas também alérgicas à aspirina (ácido acetilsalicílico),

sendo um universo formado principalmente por adultos de meia idade, com maior

incidência no sexo feminino. Além desse grupo, também podem ser afetados pela

ingestão desses corantes os asmáticos e convalescentes de eczema. Há estudos

ainda que associam os corantes azo com casos de hiperatividade em crianças,

urticária, indisposição gástrica e vômitos. Embora a quantidade dos corantes

sintéticos em produtos não seja muito grande (em frações médias de 0,01%),

preocupa os especialistas a freqüência com o expressivo consumo diário dos mais

variados alimentos e bebidas, desde balas, laticínios, sobremesas até

refrigerantes e sucos. Como resposta aos riscos, e tirando o proveito da crescente

não aceitação dos sintéticos, os corantes naturais ganham espaço (Furtado, 2003).

No mercado internacional há uma nítida preferência em liberar o uso de corantes

naturais e restringir o uso dos sintéticos, seja no ramo de alimentos ou no de

cosméticos (Maimon, 2000).

Na busca de maiores aplicações dos corantes naturais, os conhecimentos

tradicionais facilitaram e ainda facilitam a identificação de substâncias e

organismos (plantas e animais) que podem ser utilizados na produção de

medicamentos, cosméticos etc. Um exemplo disso é a apropriação, pela indústria,

do conhecimento tradicional indígena do uso do urucum como corante natural em

alimentos e em cosméticos (Instituto Sócio-Ambiental, 2004).

A produção brasileira de grãos de urucum situava-se, em 1999, em torno de

10.000 a 12.000 t/ano, sendo que desse total, 60% eram destinados à fabricação de

colorau/colorífico, 30% à fabricação de corantes e 10% à exportação. As principais

aplicações dos corantes à base de urucum nas indústrias alimentícias estão no

setor de embutidos (salsichas) onde o consumo é cerca de 1,5 milhão de litros/ano

do corante líquido hidrossolúvel (norbixina), o consumo nas indústrias de massas,

cerca de 500 mil litros do corante lipossolúvel/ano (bixina), nas indústrias de

queijos (tipo prato) cerca de 200 mil litros do corante líquido hidrossolúvel/ano,

nas indústrias de sorvetes e confeitarias, cerca de 120 mil litros do corante

hidrossolúvel e estima-se que mais de 2,8 t/ano de bixina e norbixina sejam

consumidas em outros alimentos e em outras aplicações não alimentícias (Franco,

2006).

Na indústria cosmética, é aplicado na fabricação de protetor solar, de corante

natural de cabelos e de batom entre outros. Além disso, apresenta potencial uso

pela indústria têxtil como corante natural de roupas (Instituto Sócio-Ambiental,

2004). Já na medicina herbácea brasileira, o chá preparado da decocção de folhas

de urucum é utilizado no tratamento de desconforto estomacal e azia, causados

por alimentos condimentados, e como um diurético e laxante moderado. Também

é usado no tratamento de estados febris e malária e, topicamente, em

queimaduras. O chá de urucum é um medicamento comum na medicina herbácea

peruana no tratamento de problemas de próstata e inflamação interna,

hipertensão arterial, colesterol alto, cistite, obesidade, insuficiência renal e na

eliminação do ácido úrico. Ainda no Peru, este chá também é recomendado como

anticéptico vaginal e cicatrizante de ferimentos, através de seu uso externo, na

lavagem de infecções cutâneas, além de ajudar no tratamento de problemas

estomacais e do fígado (Taylor, 2005).

O Brasil está entre os mais importantes exportadores mundiais de sementes de

urucum, contudo serão necessárias, ainda, muitas pesquisas científicas para que

se possa atender às exigências em qualidade e quantidade dos mercados interno e

externo. Portanto, o desenvolvimento de tecnologias de processamento mais

eficazes contribuirá significativamente para a obtenção do corante com qualidade

e para o uso mais racional das sementes. Ao mesmo tempo, tecnologias

apropriadas para a extração dos pigmentos do urucum terão, seguramente,

reflexos socioeconômicos nas regiões brasileiras menos exploradas, onde se pode

produzir semente com teores de bixina em níveis bem mais elevados.

No desenvolvimento de tecnologias apropriadas, o método de análise utilizado

para determinação dos pigmentos totais presentes no pericarpo das sementes de

urucum é fator relevante, pois é a partir dele que as indústrias avaliam a

qualidade do corante que está sendo negociado. Contudo, as técnicas empregadas

devem levar também em consideração a toxicidade de produtos químicos para os

seres humanos envolvidos com sua manipulação.

Outro ponto crucial para que os envolvidos na comercialização das sementes de

urucum possam obter bons resultados, é conhecer o período e as condições em que

as sementes e os extratos de urucum devem ficar armazenados, objetivando a

extração dos pigmentos com o melhor rendimento e teor de bixina possíveis.

2 OBJETIVOS

OBJETIVOSOBJETIVOS

OBJETIVOS

Determinar, dentre os solventes: acetona, acetato de etila, etanol, hexano e

metiletilcetona (MEC), qual o melhor substituto do clorofórmio para análise

laboratorial dos pigmentos totais presentes no pericarpo das sementes de

urucum, considerando o teor obtido e a classe de risco desses solventes.

Avaliar a degradação dos pigmentos nas sementes

in natura

e nos extratos

oleosos de urucum ao longo de um período experimental de 16 semanas, sob

diferentes condições de armazenamento, em que foram testadas diferentes

temperaturas, a presença ou ausência do oxigênio e a presença ou a ausência da

luz.

Comparar a cinética de degradação dos pigmentos de sementes de urucum,

extraídos com clorofórmio, acetona ou metiletilcetona, quando expostos à luz

fluorescente.

Avaliar a influência que a acetona exerce sobre a degradação dos pigmentos

totais ao longo de um período experimental de 20 semanas, sob diferentes

condições de armazenamento, na ausência de luz.

3 REVISÃO BIBLIOGRÁFIC

REVISÃO BIBLIOGRÁFICREVISÃO BIBLIOGRÁFIC

REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

3.1

3.13.1

3.1 Pigmentos

PigmentosPigmentos

Pigmentos

3.1.1

DEFINIÇÃO E CLASSIFICAÇÃO

Cor refere-se à percepção humana aos materiais coloridos – vermelho, verde, azul

etc. Alimentos têm cor devido à sua capacidade de refletir ou emitir diferentes

quantidades de energia a comprimentos de onda capazes de estimular a retina do

olho. A faixa de energia à qual o olho é sensível é chamada de luz visível, ou seja,

faixa de cores de luz que pode ser vista com o olho humano. A luz visível,

dependendo da sensibilidade do indivíduo, está entre comprimentos de onda de

380 a 770 nm, aproximadamente. Esta faixa compõe uma porção muito pequena

do espectro eletromagnético conforme se verifica na Figura 01. Além das cores

óbvias, o preto, o branco e os diferentes tons de cinza também são considerados

como cores (von Elbe & Schwartz, 1996).

Figura 01 - Espectro eletromagnético.

Disponível em < http://br.geocities.com/neurokidsbr/Vision.htm>

Acesso em: 13 set. 2006

Também segundo von Elbe & Schwartz, um corante é qualquer substância

química – natural ou sintética, que dá cor. Já os pigmentos, são substâncias

naturais, existentes em células e tecidos de plantas e animais, que concedem cor.

As tinturas, por sua vez, são quaisquer substâncias que fornecem cor aos

materiais. O termo tintura é comumente utilizado na indústria têxtil. Na

indústria alimentícia dos Estados Unidos, uma tintura é um corante

hidrossolúvel de grau alimentício certificado pela

U. S. Food and Drug

Administration

(FDA). Estas tinturas específicas são consideradas como “cores

certificadas” e a cada uma delas é atribuído um número FD&C, o que lhe permite

ser utilizada em alimentos, medicamentos e cosméticos. Estão inclusos na lista

aprovada de cores certificadas, os vernizes FD&C. Corantes livres de certificação

também podem ser utilizados. Fazem parte desses corantes, os pigmentos

naturais ou substâncias sintetizadas, mas idênticas aos pigmentos naturais.

Uma classificação de corantes e um exemplo dentro de cada classe são dados na

Tabela 01.

Tabela 01

Classificação de corantes

Corante Exemplo

A Certificado

1. Tintura

2. Verniz

B Livre de certificação

1. Pigmentos naturais

2. Sintéticos (idênticos aos naturais)

Vermelho FD&C nº 40

Verniz de Vermelho FD&C nº 40

Antocianina, suco concentrado, extrato de

urucum

Beta-caroteno

Fonte: Colorants. In: Food Chemistry Third Edition, Von Elbe & Schwartz, Marcel Dekker

Inc., 1996, New York, USA, pág. 653

Já de acordo com Lewis (1997), pigmento é qualquer substância, usualmente na

forma de pó seco, que dá cor a uma outra mistura ou substância. A maior parte

dos pigmentos são insolúveis em solventes orgânicos e água; exceções são os

pigmentos orgânicos naturais, tais como a clorofila, os quais são geralmente

solúveis em solventes orgânicos. Para ser qualificado como pigmento, a

substância deve ter poder de colorir. Esta definição exclui giz pulverizado,

monóxido de bário, argila e silicato de magnésio. Alguns pigmentos (zinco, óxido,

preto de carbono) também são agentes reforçadores, mas os dois termos não são

sinônimos; na linguagem falada nas indústrias de borracha e tintas, estas

distinções não são sempre observadas.

3.1.2

LEGISLAÇÃO

No Brasil, o uso de aditivos em alimentos é regulado pela Agência Nacional de

Vigilância Sanitária (Anvisa). Sua finalidade institucional é promover a proteção

da saúde da população por intermédio do controle sanitário da produção e da

comercialização de produtos e serviços submetidos à vigilância sanitária,

inclusive dos ambientes, dos processos, dos insumos e das tecnologias a eles

relacionados. Além disso, a Agência exerce o controle de portos, aeroportos e

fronteiras e a interlocução junto ao Ministério das Relações Exteriores e

instituições estrangeiras para tratar de assuntos internacionais na área de

vigilância sanitária.

Com relação à utilização de corantes, desde 1965 a legislação vem passando por

diversas revisões. Segundo registros da Anvisa, o Decreto 50040, de 24 de janeiro

de 1961, foi o que primeiro dispôs sobre normas técnicas especiais reguladoras do

emprego de aditivos químicos a alimentos, alterado pelo Decreto 691, de 13 de

março de 1962 e modificado pelo Decreto 55871, de 26 de março de 1965.

Segundo o artigo 2° do Decreto 55871, considera-se aditivo para alimento a

substância intencionalmente adicionada ao mesmo com a finalidade de conservar,

intensificar ou modificar suas propriedades, desde que não prejudique seu valor

nutritivo, excluindo-se, do disposto nesse artigo, os ingredientes normalmente

exigidos para o preparo do alimento. Dentre os aditivos a que esse artigo se

refere, está o corante, definido como a substância que confere ou intensifica a cor

dos alimentos. Em seu artigo 5°, o Decreto 55871 considera tolerável o uso do

aditivo desde que:

a) seja indispensável à adequada tecnologia de fabricação;

b) tenha sido previamente registrado no órgão competente do Ministério da

Saúde;

c) seja empregado na quantidade estritamente necessária à obtenção do efeito

desejado, respeitado o limite máximo que vier a ser fixado.

O artigo 8° do Decreto 55871 proíbe o uso de aditivo em alimentos quando:

1) houver evidência ou suspeita de que o mesmo possui toxicidade atual ou

potencial;

2) interferir sensível e desfavoravelmente no valor nutritivo do alimento;

3) servir para encobrir falhas no processamento e nas técnicas de manipulação;

4) encobrir alteração ou adulteração na matéria prima ou no produto já

elaborado;

5) induzir o consumidor a erro, engano ou confusão;

6) não satisfazer as exigências do citado decreto.

Em seu artigo 10, o Decreto 55871 considera como corantes tolerados na

fabricação de alimentos os corantes naturais, caramelo e corantes artificiais. Em

seus parágrafos, ele descreve como corante natural, o pigmento ou corante inócuo

extraído de substância vegetal ou animal; “corante caramelo” o produto obtido a

partir de açúcares, pelo aquecimento e temperatura superior ao seu ponto de

fusão e ulterior tratamento indicado pela tecnologia; e "corante artificial" a

substância corante artificial de composição química definida, obtida por processo

de síntese.

Por último, em seu artigo 13, o Decreto 55781 considera como tolerável a venda

de mistura ou solução de, no máximo, três corantes.

A partir de 1998, portarias e resoluções vêm sendo publicadas e periodicamente

revisadas, regulamentando, dentre outros aditivos alimentares, o uso do corante

de urucum, estabelecendo seus limites máximos para as diversas categorias de

alimentos. Essas portarias e resoluções podem ser consultadas no site:

<http://www.anvisa.gov.br/e-legis/>.

Também o 67º encontro do Joint FAO/WHO Expert Committee on Food Additives

(JECFA), ocorrido em Roma no período de 20 a 29 de junho de 2006, determinou o

ADI (Acceptable Daily Intake – consumo diário aceitável) de bixina (JECFA,

2006(b)) de 0-12 mg/kg de massa corporal, aplicável aos seguintes extratos de

urucum desde que esses extratos satisfaçam as respectivas especificações: bixina

extraída com solvente (≥ 85% bixina, ≤ 2,5% norbixina) e bixina obtida por

processo aquoso (≥ 25% bixina, ≤ 7% norbixina). Este ADI não se aplica à bixina

obtida por processo oleoso (≥ 10% bixina). Já com relação ao ADI para a norbixina

e seus sais de potássio e sódio, O JECFA determinou 0-0,6 mg/kg de massa

corporal (expresso como norbixina), aplicável aos seguintes extratos de urucum

desde que esses extratos satisfaçam as respectivas especificações: norbixina

extraída com solvente (≥ 85% norbixina) e norbixina obtida por processo alcalino,

precipitada por ácido (≥ 35% norbixina) e não precipitada por ácido (≥ 15%

norbixina).

3.1.3

PRINCIPAIS CORANTES UTILIZADOS NA INDÚSTRIA DE

ALIMENTOS

As empresas processadoras de corantes naturais são tão antigas quanto as que

importam e fabricam corantes sintéticos. A diversidade das indústrias que

utilizam os corantes abrange: laticínios, doces, massas, carnes, sorvetes, bebidas,

óleos e gorduras, desidratados, cosméticos, farmacêuticas, diagnósticas, têxteis,

tintas, entre outros. As indústrias brasileiras se destacam na produção dos

corantes naturais. Entre eles, os mais produzidos são o urucum, o carmim e a

cúrcuma. Dentre os sintéticos, destacam-se a tartrazina e o beta-caroteno. O

Brasil reúne capacidade agronômica e técnica para a produção de matéria-prima

necessária à obtenção dos corantes, com exceção do carmim, cuja matéria-prima é

importada. Contudo, as indústrias precisam ampliar os investimentos em

tecnologia para maior otimização na produção dos corantes e redução de seus

custos de produção, podendo assim atender à demanda e tornarem-se

competitivas nos mercados externos e internos (Mascarenhas et al, 1999).

O uso de corantes nos alimentos está condicionado às respectivas características

físico-químicas, ou seja: solubilidade, resistência ao tratamento térmico,

estabilidade na presença da luz e ao meio ácido ou alcalino (pH). Assim, é

importante identificar se o pigmento é hidrossolúvel ou lipossolúvel. Entretanto,

nem todos os corantes podem ser classificados como hidro ou lipossolúvel. Isto irá

depender, dentre outras coisas, das características químicas do pigmento, da

resina ou suporte vegetal que acompanha o pigmento, do veículo ou emulsificante

adicionado ao corante. Quanto à resistência durante e/ou após o tratamento

térmico, o pigmento pode ser de ótima, boa ou pobre estabilidade, quando,

respectivamente, não perde, perde pouca ou altera completamente a cor durante

o tratamento térmico dos alimentos em que foi aplicado (Ghiraldini, 1996;

Maimon, 2000).

O urucum (

Bixa orellana L

.) destaca-se como o corante natural mais consumido

pelas indústrias de alimentos. Os produtos do urucum representam cerca de 70%

(em quantidade) de todos os corantes naturais e 50% de todos os ingredientes

naturais que têm função corante nos alimentos. De suas sementes podem se obter

corantes com grande variação de tons, que vão desde o laranja/tangerina ao

vermelho alaranjado (Ghiraldini, 1996; Maimon, 2000).

Verifica-se na Figura 02 que, entre os corantes naturais, o urucum, responsável

pelos pigmentos bixina e norbixina, é o mais produzido no Brasil. Em seguida

vem o carmim, cuja maior parte da matéria-prima é importada do Peru; e depois

a cúrcuma, que vem aumentando sua produção, devido à expansão do mercado de

molhos nos últimos anos. A maioria dos pigmentos sintéticos é importada por

algumas indústrias brasileiras que os representam, sendo o corante tartrazina o

mais produzido e vendido. O corante beta-caroteno, na linha dos orgânicos

sintéticos idênticos aos naturais, é o que mais se destaca na produção, devido à

sua vasta aplicabilidade em massas alimentícias (Mascarenhas et al, 1999).

Figura 02 - Corantes de maior produção no Brasil entre as

indústrias pesquisadas., Mascarenhas et al,

1999.

3.1.4

CAROTENOIDES

Os carotenóides foram isolados, primeiramente, das cenouras, em 1831 (Hughes,

1994). Nesse ano, Wachenroder isolou o beta-caroteno das cenouras dando o nome

carotene

aos cristais extraídos. Berzelius, em 1837, deu o nome

xanthophylls

para mais pigmentos polares de cor amarela que ele extraiu de folhas coletadas

no Outono. Richard Willstatter, em 1907, estabeleceu uma fórmula empírica dos

carotenóides (C40) e Tswett, em 1911, usando técnicas mais avançadas em

cromatografia, separou vários pigmentos que ele coletivamente chamou de

carotenoids

(Johnson, 2007).

Os carotenóides estão presentes em animais, crustáceos, algas, fungos, frutos e

outros vegetais. São essenciais para a vida e nenhum animal pode sintetizá-los,

por isso devem ser ingeridos na dieta. Dentre os que são freqüentemente

empregados em alimentos industrializados, incluem-se o beta-caroteno, a páprica,

a crocina, a luteína e a bixina (Guimarães, 1996).

O estudo dos carotenóides é um campo de investigação iniciado no século XIX,

mas que ainda hoje goza de intenso e crescente interesse. Em virtude da

diversidade de funções que lhes são atribuídas, o seu estudo reúne pesquisadores

das áreas mais variadas como químicos, biólogos, agrônomos, médicos,

-3 2 7 12

Número de Respostas

Urucum

Carmim

Cúrcuma

Tartrazina

Beta-Caroteno

Corantes

engenheiros, tecnólogos e nutricionistas. Além de responsáveis pela coloração dos

alimentos, são seqüestradores de oxigênio, propriedade que, de acordo com alguns

pesquisadores, os torna protetores de lipídeos contra a oxidação, embora à custa

da sua própria destruição. Outros pesquisadores, no entanto, acreditam que são

os lipídeos que protegem os carotenóides. Alguns carotenóides são precursores de

vitamina A, explicando o interesse de nutricionistas. Ainda em termos de saúde,

aumentam os trabalhos que demonstram funções fisiológicas como inibição de

câncer, tumores e úlcera gástrica (Rodriguez-Amaya, 1989).

Químicamente são membros da família dos terpenóides. A estrutura básica de

um carotenóide consiste de unidades de isopreno ligadas covalentemente na

forma cabeça-cauda ou cauda-cauda para criar uma molécula simétrica.

Carotenóides derivam desta estrutura primária de quarenta carbonos, mas

podem ter esqueletos com menos carbonos, que são conhecidos como

apocarotenóides, conforme se verifica na Figura 03 (von Elbe & Schwartz, 1996).

Algumas estruturas contêm grupos cíclicos nas extremidades, enquanto outras

possuem um ou nenhum grupo cíclico (como o licopeno, o proeminente pigmento

vermelho em tomates).

O número variável de duplas ligações conjugadas lhes determina a propriedade

de absorver a luz visível em diferentes comprimentos de onda, desde 380 até 500

nm, o que lhes confere cores que vão do amarelo ao vermelho, e são amplamente

empregados como corantes.

O maior número de duplas ligações determina absorção em comprimentos de

ondas mais altos (mais para o vermelho). Assim, com somente três ligações

conjugadas, o fitoeno só pode captar luz ultravioleta (sendo, portanto, incolor), e o

licopeno (coloração vermelha do tomate), com onze duplas ligações conjugadas,

absorve desde o ultravioleta até o vermelho. Também existem carotenos de cor

verde (zeta-caroteno), amarelo (beta-caroteno) ou laranja (neurosporaxantina). Os

carotenóides podem apresentar anéis, que também influem no comprimento de

onda que absorvem. Devido à capacidade de absorção da luz visível, seus

principais métodos de análise são a colorimetria e a espectrofotometria.

Figura 03 - Estrutura química de alguns carotenóides, Fontana et al, 2000.

Os carotenóides compreendem dois grupos estruturais: os carotenos

hidrobarbonados, que possuem carbono e hidrogênio, e as xantofilas oxigenadas

ou oxicarotenóides, que possuem carbono, hidrogênio e oxigênio.

Todas as classes de carotenóides são compostos lipofílicos e, por conseguinte, são

solúveis em óleo e solventes orgânicos. Eles são moderadamente estáveis ao calor

e estão sujeitos à perda da cor por oxidação devido ao grande número de duplas

ligações em suas moléculas. Essa reação causa perda da cor em alimentos e é a

maior preocupação no mecanismo de degradação. A estabilidade de um

determinado pigmento à oxidação é altamente dependente do ambiente em que se

encontra. Dentro de tecidos, os pigmentos estão, freqüentemente, protegidos da

oxidação. Entretanto, danos físicos ao tecido ou extração dos carotenóides

aumentam sua suscetibilidade à oxidação. Além disso, o armazenamento dos

pigmentos de carotenóides em solventes orgânicos acelera a decomposição.

Devido à estrutura insaturada dos carotenóides, os produtos de sua degradação

são muito complexos. Muitos não estão caracterizados. Em geral, as duplas

ligações dos carotenóides existem em total configuração

trans

. Os isômeros

cis

poucos carotenóides podem ser encontrados naturalmente em tecidos vegetais,

especialmente em algas, que estão atualmente sendo colhidas para obtenção de

pigmentos. Os carotenóides podem sofrer isomeria facilmente por tratamento

térmico, exposição a solventes orgânicos, a ácido ou a luz. Como suas cores

variam do amarelo ao vermelho, comprimentos de onda para monitorar a

degradação dos carotenóides variam, aproximadamente, entre 430 a 480 nm.

Muitos carotenóides exibem alterações no espectro após reagirem com vários

solventes, e estas alterações são úteis, pois ajudam na identificação (von Elbe &

Schwartz, 1996).

Sementes de urucum

(Bixa orellana

contêm inúmeros carotenóides e, dentre

todos, se destaca a bixina, bastante utilizada na indústria de alimentos,

principalmente na de laticínios, onde os corantes sintéticos são instáveis. Dessa

semente são comercializados dois tipos de corantes: o extrato lipossolúvel, que

contém

cis

trans

-bixina, e o extrato hidrossolúvel, cujo corante é a norbixina

(Guimarães, 1996). Há, entretanto, vários outros carotenóides identificados nessa

semente (Mercadante et al., 1996; Mercadante et al., 1997(a); Mercadante et al.,

1997(b); Mercadante et al., 1999; Mercadante e Pfander, 2001).

3.2

3.23.2

3.2 Considerações gerais sobre

Considerações gerais sobre Considerações gerais sobre

Considerações gerais sobre o urucum

o urucumo urucum

o urucum

3.2.1

CARACTERÍSTICAS BOTÂNICAS DO URUCUZEIRO

O urucuzeiro é uma planta arbustiva que teve sua origem na América Tropical,

utilizada na produção de corantes naturais (Figura 04). É uma cultura de médio

porte que produz por cerca de 20 anos ou mais. Nativa, no Brasil, dos estados do

Amazonas, Pará, Maranhão, Ceará e Bahia, é também cultivada em Minas

Gerais, Espírito Santo, Rio de Janeiro, São Paulo, Paraná, entre outros (São José

et al., 2003).

Universalmente, o urucuzeiro pertence à família

Bixaceae

e ao gênero

Bixa

. É

uma planta que pode atingir de 2 a 9 m de altura. É planta ornamental, pela

beleza e colorido de suas flores, e útil como fornecedora de sementes

condimentares, estomáticas, laxativas, cardiotônicas, hipotensoras, expectorantes

e antibióticas, agindo como antiinflamatório para as contusões e feridas,

apresentando, ainda, emprego interno na cura das bronquites e externo nas

queimaduras. Delas se extrai também o óleo industrial (Franco et al, 2002).

Possui raiz pivotante de até 1 metro de profundidade e um tronco principal de

onde brotam, lateralmente, ramificações secundárias e terciárias que formam

uma copa. Na maioria das plantas adultas, o diâmetro da base do tronco mede em

torno de 10 a 15 cm e a emissão dos brotos e dos ramos primários no tronco

principal ocorre antes ou durante a floração (São José et al., 2003).

Figura 04 - Planta de urucuzeiro (

Bixa orellana L

.),

Franco et al, 2002

A inflorescência do urucuzeiro dá-se em cachos com flores grandes, na cor branca

ou em várias tonalidades de vermelho-róseo (Figura 05 e Figura 06). O número de

flores em cada inflorescência pode variar de 3 a mais de 20 flores que surgem nas

extremidades dos ramos (Franco et al, 2002).

A colheita do urucum é uma importante operação que influi na qualidade final do

produto. O maior teor de bixina (de modo prático e econômico sem perda de peso)

ocorre no momento em que os frutos (cápsulas) estão maduros (sementes

granadas) e oferecem resistência aos dedos quando apalpados. No estágio

seguinte, adquirem coloração castanha. Normalmente, colhem-se os cachos com

frutos maduros e secos (Figura 07 e Figura 08) (Oliveira et al, 1996).

Figura 05

Flor e frutos de

Bixa orellana L

Disponível em:

<http://commons.wikimedia.org/wiki/Bixa_orellana>

Acesso em: 13 set. 2006

Figura 06

Flor e frutos de

Bixa orellana L

Disponível em:

<http://commons.wikimedia.org/wiki/Bixa_orellana>

Acesso em: 13 set. 2006

Figura 07 - Cachopas de

Bixa orellana L

Disponível em:

<http://www.geocities.com/quinua2002/achioteE.html>

Acesso em: 13 set. 2006

Figura 08

Cachopas e sementes de

Bixa orellana L

Disponível em:

<http://www.geocities.com/quinua2002/achioteE.html>

Acesso em: 13 set. 2006

Nas condições do Nordeste e do Centro Sul do Brasil, a colheita é realizada

aproximadamente aos 130 dias após a abertura da flor, quando se verifica ¾ das

cápsulas secas. No Norte, esse período é reduzido para 60 a 80 dias. A maturação

dos frutos, conhecidos como cápsulas ou cachopas, é dada pela mudança de cor

quando passa do verde, amarelo ou vermelho para castanho ou marrom. Para a

região Nordeste, a primeira colheita, a mais significativa, ocorre nos meses de

junho e julho, enquanto que a segunda, conhecida como safrinha, realiza-se no

período novembro a dezembro (Franco et al, 2002).

No beneficiamento pós-colheita do urucum, não há aumento do teor de bixina.

Apenas, no máximo, se conseguiu mantê-lo. Portanto, o método e a época de

colheita decidem a qualidade do produto. O beneficiamento tem início no

momento seguinte ao da colheita propriamente dita e pode-se dividi-lo em:

recolhimento dos frutos no campo, secagem dos frutos, descachopamento,

ventilação, secagem das sementes, ventilação, ensacamento, armazenamento,

classificação e comercialização (Oliveira et al, 1996).

A pré-secagem das cápsulas é feita sobre lonas de plástico, em terreiros, ou em

secadores de alvenaria. Em algumas regiões do país, os frutos são secados em

secadores solares, bem como em secadores artificiais. A redução da umidade das

cachopas e das sementes, sem perda de qualidade do produto, é o objetivo

principal para facilitar o descachopamento, que pode ser feito pelos métodos

manual e mecânico. Após o descachopamento, ocorrem o peneiramento e a

secagem das sementes, esta última podendo ser feita de forma natural, sobre

terreiros e/ou sobre lonas, ou artificialmente, em secadores com calor e ventilação

forçada. No processo de secagem, recomenda-se mexer as sementes o mínimo

possível, visando evitar perdas significativas das mesmas, pela sua exposição ao

calor (sol e oxidação) (Franco et al, 2002). Uma observação importante é que as

sementes, por sua vez, não podem ser colocadas diretamente ao sol para secar,

pois isso causaria perda na qualidade e na quantidade de pigmentos (São José et

al., 2003).

Depois da debulha, as sementes já estão em condições de ser utilizadas na

produção de corantes naturais. Entretanto, caso não sejam processadas logo após

a debulha, elas deverão ser embaladas em sacos de aniagem ou de polietileno

trançado, e armazenadas em local seco, fresco, com pouca luz e sobre estrados de

madeira. Deve-se evitar a presença de roedores e insetos (Franco et al, 2002). Os

grãos armazenados a granel perdem bixina mais rapidamente e estão sujeitos à

contaminação (Oliveira et al, 1996). Quanto maior for o tempo de armazenagem

dos grãos, maior será a perda do poder de coloração das sementes, ou seja, da

bixina. O poder de pigmentação das sementes começa a diminuir já a partir da

colheita, passando pelo descachopamento, secagem, armazenamento, chegando,

finalmente, na extração dos corantes, o que pode levar a altos índices de perda

quando comparados com as sementes

in natura

(São José et al., 2003). É

importante verificar o porcentual de umidade contido nas sementes, visto que

umidades relativas superiores a 14% não são recomendadas, podendo haver

incidência de mofo (Franco et al, 2002).

Os frutos do urucuzeiro, denominados de cachopas ou cápsulas, podem fornecer,

em média, 40 a 50 sementes cada um, embora existam cápsulas que contenham

até 70 sementes. É no pericarpo - camada que envolve as sementes -, onde estão

os pigmentos que têm aplicação industrial. Da massa de pigmento existente, 80%

são constituídos por um carotenóide denominado bixina, que tem propriedade

corante, podendo ser extraído por processos mecânicos através de atrição e

raspagem das sementes, por extração em óleos vegetais ou bases químicas ou,

mais recentemente, com CO

supercrítico (Silva, 1999). Os restantes 20% da

massa de revestimento das sementes são compostos por outros corantes e

substâncias inertes de menor importância. Todas as técnicas empregadas devem

levar em consideração a degradação desses pigmentos pela luz e calor excessivos.

Dependendo da espécie cultivada, do clima e solo da região, o teor de bixina pode

variar de 1% a 6%. Para cultivos comerciais, utilizam-se cultivares com, no

mínimo, 2% de bixina. Índices menores tornam a comercialização

economicamente impraticável (São José et al., 2003).

3.2.2

CLASSIFICAÇÃO DAS SEMENTES DO URUCUZEIRO

As sementes de urucum são classificadas em 3 tipos, conforme apresentado na

Tabela 02. As sementes de urucum classificadas como tipo 3 são consideradas

fora de especificação, ou seja, fora dos padrões exigidos para que possam ser

comercializadas (Franco et al. 2002).

Tabela 02 - Classificação das sementes de urucum segundo suas características físico-químicas.

Classe

Especificação

Tipo1 Tipo 2 Tipo 3

Umidade < 10% > 10 a 14% > 14%

Bixina > 2,5% 2,0 a 2,5% < 1,8%

Impurezas < 5% < 5% > 5%

Material estranho Nenhuma Nenhuma Nenhuma

Fonte: Urucuzeiro - Agronegócio de Corantes Naturais, Franco et al., EMEPA-PB, 2002,

João Pessoa, PB

Ainda segundo Franco et al, para efeito de padrões a serem adotados na

classificação das sementes, são considerados os seguintes fatores:

Umidade – representa a porcentagem de água contida em uma amostra da

colheita;

Teor de bixina – informa a porcentagem de pigmento contida no pericarpo da

semente;

Odor – determina o cheiro típico desejado, aromático e penetrante;

Presença de impurezas, detritos, de origem do próprio produto (pedúnculos e

folhas), encontrados na amostra analisada;

Presença de material estranho – indica a quantidade de grãos ou sementes de

outros vegetais e de corpos estranhos, de qualquer natureza, não oriundos do

produto e não nocivos à saúde humana encontrada na amostra de sementes; e

Mofo, bolor proveniente de fermentação do produto por fungos e/ou bactérias.

Segundo São José et al (2003), as sementes de urucum são classificadas como

“fora dos padrões” sempre que:

Não se enquadrarem nos limites estabelecidos na Tabela 02;

Não apresentarem o odor comercial desejável;

Forem tratadas com produtos que alterem ou possam alterar sua condição

natural, ou qualquer outra causa que venha afetar sua qualidade;

Apresentarem matérias estranhas ou nocivas à saúde humana, como mofo,

excrementos de roedores, insetos (vivos e/ou mortos).

3.2.3

PROPRIEDADES DOS EXTRATOS DAS SEMENTES DE URUCUM

São três os principais extratos obtidos a partir das sementes do urucum: bixina,

que é o extrato lipossolúvel, a norbixina, extrato alcalino aquoso, e o norbixato,

extrato salino que possui, em sua composição, hidróxido de sódio ou hidróxido de

potássio, cada um desses extratos com suas propriedades particulares. Takahashi

& Nazário (1987) descreveram essas propriedades. Porém, comparando essas

informações com as que foram publicadas por Reith & Gielen (1971), constatou-se

que as absorbâncias máximas e as respectivas absortividades em clorofórmio e

em NaOH estão conflitantes. Complementando a revisão bibliográfica acima com

o que foi publicado por Franco et al. (2002) e pela 67

JECFA, realizada em

junho de 2006 em Roma, Itália (Anexos 1 a 6), as principais propriedades ficam

assim resumidas:

PROPRIEDADES DA BIXINA:

: éster monometílico da norbixina. O extrato

lipossolúvel contém diversos componentes coloridos, sendo o principal a bixina

que pode estar presente sob as formas

cis

trans

. Também podem estar

presentes produtos de degradação térmica da bixina. Lipossolúvel, solúvel em

solventes orgânicos, sendo os mais comumente utilizados a acetona e o

clorofórmio; em solução aquosa alcalina; insolúvel em água e pouco solúvel em

etanol.

Para leitura espectrofotométrica, a absortividade publicada pela 67

JECFA

(2006(a)) foi

cm1

(487nm) = 3090 em diluição com acetona

Com relação ao clorofórmio, os comprimentos de onda publicados por Takahashi

& Nazário (1987), foram 439 nm, 470 nm e 501 nm, e os publicados por Franco et

al (2002) foram 439 nm, 470 nm e 503 nm, adotando a absortividade de

cm1

(470nm) = 2826 para as leituras.

Segundo Reith & Gielen (1971), os comprimentos de onda seriam 470 nm e 501

nm, adotando a absortividade de

cm1

(470nm) = 3230 ± 30 em diluição com

clorofórmio.

A bixina apresenta coloração amarela em extrato diluído e vermelha em extrato

concentrado; pertence à classe dos carotenóides, com peso molecular de 394,5;

ponto de fusão: 198 °C; instável a luz e a temperaturas acima de 125 °C.

PROPRIEDADES DA NORBIXINA: principal componente colorido da extração

alcalina aquosa. O extrato é obtido pela hidrólise sobre pressão da bixina,

durante a extração. Solúvel em ácido acético glacial; insolúvel em água, álcool,

propilenoglicol, óleo e gordura; ponto de fusão: 300 °C; instável na presença da

luz e em solução quando se muda o pH.

PROPRIEDADES DO NORBIXATO DE SÓDIO E POTÁSSIO: extrato salino

produzido quando as sementes de urucum são tratadas com soluções de NaOH ou

KOH em temperaturas abaixo de 70 °C. Solúvel em água, insolúvel em acetona,

clorofórmio, éster, óleos e gorduras e moderadamente solúvel em álcool.

Segundo Takahashi & Nazário (1987) e Franco et al. (2002), a absorbância

máxima foi obtida a 453 nm para solução de 0,01% de NaOH e a absortividade

foi

cm1

(453nm) = 3473, segundo Takahashi & Nazário (1987).

Reith & Gielen (1971) publicaram, porém, absorbâncias máximas a 483 nm e 453

nm e as absortividades

cm1

(453nm) = 2850 ± 40 e

cm1

(482nm) = 2550 ± 40.

Para solução de 0,5% de KOH, a absortividade é

cm1

(482) = 2870, segundo a

JECFA (2006(a)).

A Tabela 03 mostra as fórmulas moleculares e respectivos pesos moleculares da

bixina e da norbixina nas formas

cis

trans

e do produto amarelo de degradação

(Silva, 1999).

Tabela 03 - Estrutura e peso molecular dos pigmentos das sementes do urucum

Nome Formula molecular Peso molecular

Alfa-bixina ou

cis

-bixina

Beta-bixina ou

trans

-bixina

Alfa-norbixina ou

cis

-norbixina

Beta-norbixina ou

trans

-bixina

Produto amarelo de degradação

394

380

288

Fonte: Silva,1999, Faculdade de Engenharia de Alimentos, UNICAMP, Campinas, SP

A Figura 09 mostra as estruturas químicas, onde: (a) bixina: é o mono-metil éster

de um ácido dicarboxílico de um composto carotenóide, (b) norbixina: é derivada

deste dicarboxílico com a bixina e (c) é o produto de degradação com estrutura C

(Silva, 1999).

CH CH

3 3

HOOC

(a)

α-(

cis

)-Bixina: R = −COOCH

α-(

cis

)-Norbixina: R = −COOH

CH CH

3 3

HOOC

(b)

β-(

Trans

)-Bixina: R = −COOCH

β-(

Trans

)-Norbixina: R = −COOH

CH CH

3 3

HOOC

COOCH

(c)

Produto amarelo da degradação térmica

Figura 09 - Estrutura química dos pigmentos do urucum, adaptado por Silva, 1999.

3.3

3.33.3

3.3 Especificações Técnicas para obtenção dos extratos de urucum

Especificações Técnicas para obtenção dos extratos de urucumEspecificações Técnicas para obtenção dos extratos de urucum

Especificações Técnicas para obtenção dos extratos de urucum

Em junho de 2006, durante a 67ª JECFA

(JECFA, 2006(a)) foram reavaliadas as

especificações para obtenção dos extratos de urucum, as quais substituíram as

formuladas em reuniões anteriores. De acordo com o que foi publicado, estão

especificados os seguintes procedimentos:

 Bixina extraída com solvente (Anexo A);

 Bixina obtida por processo oleoso - Experimental (Anexo B);

 Bixina obtida por processo aquoso (Anexo C);

 Norbixina extraída com solvente (Anexo D);

 Norbixina obtida por processo alcalino sem precipitação por ácido (Anexo E); e

 Norbixina obtida por processo alcalino com precipitação por ácido (Anexo F).

A Tabela 04 apresenta um panorama das especificações técnicas de extratos de

urucum, recomendadas pela JECFA (2006(a)).

Tabela 04 - Especificações técnicas para obtenção dos extratos de urucum

Tipo de

Tipo de Tipo de

Tipo de

Extração

ExtraçãoExtração

Extração

Fórmula

Fórmula Fórmula

Fórmula

Química

QuímicaQuímica

Química

Especificação da

Especificação da Especificação da

Especificação da

Análise

AnáliseAnálise

Análise

Descrição

DescriçãoDescrição

Descrição

Uso

Uso Uso

Uso

Funcional

FuncionalFuncional

Funcional

Solubilidade

SolubilidadeSolubilidade

Solubilidade

Limites residuais

Limites residuaisLimites residuais

Limites residuais

Bixina extraída

com solvente

Não menos do que

85% de pigmento

(expresso como

bixina).

Pó cuja tonalidade

varia entre

marrom

avermelhado

escuro e vermelho-

púrpura.

Corante Insolúvel em

água, pouco

solúvel em

etanol

Acetona – não mais do que 30 mg/kg

Metanol – não mais do que 50

mg/kg

Hexano – não mais do que 25

mg/kg

Arsênico – não mais do que 3 mg/kg

Chumbo – não mais do que 2 mg/kg

Mercúrio – não mais do que 1mg/ kg

Etanol, isopropanol e acetato

etílico - não mais do que 50 mg/kg,

isoladamente ou combinado.

O pigmento não pode conter mais

Bixina obtida por

processo oleoso

(experimental)

Não menos do que 10%

de pigmento (expresso

como bixina)

Óleo cuja tonalidade

varia entre marrom

avermelhado escuro e

vermelho-púrpura.

Corante Insolúvel em

água, pouco

solúvel em

etanol

Arsênico – não mais do que 3 mg/kg

Chumbo – não mais do que 2 mg/kg

Mercúrio – não mais do que

1mg/kg

Bixina obtida por

processo aquoso

Não menos do que

25% de pigmento

(expresso como

bixina).

Pó cuja tonalidade

varia entre marrom

avermelhado escuro e

vermelho-púrpura.

Corante Insolúvel em

água, pouco

solúvel em

etanol

Arsênico – não mais do que 3 mg/kg

Chumbo – não mais do que 2 mg/kg

Mercúrio – não mais do que 1mg/kg

O pigmento não pode conter mais

do que 7% de norbixina

Norbixina extraída

com solvente

Não menos do que

85% de pigmento

(expresso como

norbixina)

Pó cuja tonalidade

varia entre

marrom

avermelhado

escuro e vermelho-

púrpura.

Corante

Solúvel em água

alcalina, pouco

solúvel em

etanol

Acetona – não mais do que 30 mg/kg

Metanol – não mais do que 50

mg/kg

Hexano – não mais do que 25

mg/kg

Etanol, acetato etílico e

isopropanol - não mais do que 50

mg/kg, isoladamente ou

combinado.

Arsênico – não mais do que 3

mg/kg

Norbixina

obtida por

processo

alcalino, sem

precipitação por

ácido

Não menos do que

15% de pigmento

(expresso como

norbixina)

Pó cuja tonalidade

varia entre

marrom

avermelhado

escuro e vermelho-

púrpura.

Corante Solúvel em água

alcalina, pouco

solúvel em

etanol

Arsênico – não mais do que 3 mg/kg

Chumbo – não mais do que 2 mg/kg

Mercúrio – não mais do que

1mg/kg

Norbixina

obtida por

processo

alcalino, com

precipitação por

ácido

Não menos do que

35% de pigmento

(expresso como

norbixina)

Pó cuja tonalidade

varia entre

marrom

avermelhado

escuro e vermelho-

púrpura.

Corante Solúvel em água

alcalina, pouco

solúvel em

etanol

Arsênico – não mais do que 3 mg/kg

Chumbo – não mais do que 2 mg/kg

Mercúrio – não mais do que 1mg/ kg

3.4

3.43.4

3.4 Características dos diferentes extratos obtidos de sementes

Características dos diferentes extratos obtidos de sementes Características dos diferentes extratos obtidos de sementes

Características dos diferentes extratos obtidos de sementes de urucum e

de urucum e de urucum e

de urucum e

suas aplicações

suas aplicaçõessuas aplicações

suas aplicações

Nas carnes e derivados, o urucum foi selecionado como corante de embutidos

defumados (lingüiças e paios) e cozidos (mortadelas, salsichas e salsichões) por

sua inocuidade e coloração atrativa, abrangendo tonalidades que vão desde o

amarelo ao laranja avermelhado. Para massas alimentícias, os corantes à base de

urucum são comercializados puros ou sob forma de mistura com extrato de

cúrcuma, beta-caroteno ou vitamina A. Na fabricação de queijos, o corante dessa

bixácea tem como finalidade tornar o produto mais atraente (Franco et al, 2002).

Em gelados comestíveis, o corante de urucum apresenta boa aceitação, embora

com algumas desvantagens tais como: possíveis alterações do corante com o

aumento da temperatura e/ou a presença intensiva de luz e a instabilidade à

mudança de pH (Franco et al, 2002).

Para Guimarães (1996), a adição de corante aos alimentos tem três finalidades:

• Reconstituir a cor perdida durante a fase de processamento;

• Uniformizar os alimentos que em alguns casos suas matérias-primas

apresentam variação de coloração;

• Manter a cor durante a fase de armazenamento e durante sua

comercialização.

De acordo com Franco et al. (2002), os corantes (extratos) de urucum são

divididos em categorias:

• Corante lipossolúvel, no qual a bixina é o maior constituinte;

• Corante disperso em água, no qual a norbixina é o principal constituinte;

• Corante hidrossolúvel, no qual o norbixato de sódio ou potássio é o principal

corante.

Além dos extratos lipossolúveis e hidrossolúveis de urucum, o pó é o pigmento

puro, largamente empregado em várias regiões brasileiras, conhecido como

colorífico ou colorau.

Os pigmentos das sementes do urucum podem ser extraídos por processos

mecânicos através de atrição e raspagem das sementes e físico-químicos através

de solventes. A extração por solventes pode ser feita por três métodos básicos,

extração alcalina que resulta na conversão da bixina em norbixina, extração com

óleo e extração através de solvente que resulta na forma mais pura dos

pigmentos. Em todas as técnicas deve-se levar em consideração a degradação

destes pigmentos pela luz e calor excessivos (Silva, 1999).

3.5

3.53.5

3.5 Métodos de extração

Métodos de extração Métodos de extração

Métodos de extração e análise dos pigme

e análise dos pigmee análise dos pigme

e análise dos pigmentos das sementes de urucum

ntos das sementes de urucumntos das sementes de urucum

ntos das sementes de urucum

3.5.1

MÉTODOS DE EXTRAÇÃO E ANÁLISE COM O USO DE SOLVENTES

A análise e extração dos pigmentos das sementes de urucum pelo uso de

solventes podem ser feitas basicamente de duas formas: pelo uso de solventes

orgânicos ou pelo uso de solução alcalina.

Reith & Gielen (1971) determinaram o teor de pigmento total de corante em

manteiga, onde alfa-bixina foi o principal corante detectado. Purificaram a bixina

por recristalização e os valores foram determinados em clorofórmio, obtendo

absorção máxima em 501 mµ e 470 mµ. Eles encontraram

2880

, a 501 mµ e

3230

, a 470 mµ.

Takahashi & Nazário (1987) apresentaram monografias de corantes naturais

para fins alimentícios com padrões de identidade e qualidade.

Carvalho (1989) fez um breve relato sobre as formas de extração do corante de

urucum, comentando as vantagens e desvantagens de cada uma delas.

Em 1989, formou-se um grupo de estudo, sob a coordenação de Yabiku e

Takahashi para estabelecer uma metodologia única para determinação de bixina

em sementes de urucum. Foram testados 14 métodos e, ao final, sugeridos um

método provisório com KOH, para obtenção da porcentagem de norbixina que era,

então, multiplicada pelo fator 1,037 (que foi obtido pela divisão do peso molecular

da bixina (394) pelo peso molecular da norbixina (380)), para se obter a

porcentagem de bixina, e um método com clorofórmio, para obtenção da bixina. O

grupo de estudo concluiu que o método com KOH apresentava resultados

inferiores em relação ao método com clorofórmio (Yabiku, 1989).

Em 1990, o mesmo grupo de estudo, observou que a variação entre os dois

métodos era constante, sendo, portanto, possível de ser corrigido com a

introdução de um fator de correção que, após análises realizadas, ficou

estabelecido em 1,1601, devendo o teor de norbixina encontrado pelo método com

KOH ser multiplicado por esse fator para equiparação ao teor de bixina obtido

pelo método com clorofórmio (Yabiku & Takahashi, 1991 e Yabiku & Takahashi,

1992).

Carvalho et al. (1993(b)) avaliaram as duas metodologias propostas pelo grupo de

estudo formado a partir do “I Seminário de Corantes Naturais para Alimentos”

em 1989 e, dentre outros assuntos, discutiram absortividade e preparação das

amostras, concluindo que o método de extração com clorofórmio, utilizando

sementes trituradas, apresentou-se como a melhor opção.

Scotter et al (1994) tiveram como objetivo caracterizar os principais componentes

colorantes do urucum utilizando HPLC com detector de rede de fotodiodo. Esses

autores prepararam e purificaram

cis

trans

-bixina e

cis

trans

-norbixina e, em

seguida, utilizaram a análise espectrofotométrica para quantificar o grau de

pureza dessas substâncias comparando seus coeficientes de absortividade com os

obtidos por Reith e Gielen (1971). Para

cis

-bixina, eles utilizaram clorofórmio

como solvente e as absortividades encontradas foram

2773

, a 501 mµ e

3092

, a 470 mµ. Esses resultados foram considerados próximos aos

publicados por Reith & Gielen (1971).

Silva et al. (1994) utilizaram solventes orgânicos para a obtenção dos pigmentos

do urucum. Estudando a extração dos pigmentos das sementes do urucum em

leito fixo com solventes nos estados líquido e vapor, verificaram que o rendimento

da extração foi maior usando solvente com temperatura acima do ponto de

ebulição. Testaram vários solventes, e os mais eficientes foram: o clorofórmio, a

acetona, o éter etílico e o álcool etílico. Nesse trabalho, constataram que em

temperaturas abaixo de 80

C a degradação da bixina pelo calor é desprezível.

Verificaram também que na extração dos pigmentos com as sementes trituradas

o rendimento não aumentou, além do inconveniente do arraste de impurezas pelo

solvente.

Pimentel & Stringheta (1999) avaliaram os teores do pigmento nos extratos

obtidos na forma de pasta e de pó e as perdas ocorridas durante o processo de

precipitação ácida e secagem em estufa a vácuo, utilizando-se soluções extratoras

de KOH 0,1 mol/L e NH

OH 0,52 mol/L em álcool a 58%. Os resultados

mostraram que, durante o processo de extração e precipitação ácida, o extrato

obtido com solução de amônia em álcool foi o que melhor produziu pigmentos na

forma de pasta (23,05%) e de pó (22,57%). Este corante apresentou em todas as

formas (líquida, pasta e pó), a presença de grupo funcional, característico do éster

bixina. Os dados revelaram a viabilidade deste método de secagem para

concentração de extratos de urucum.

Souza (2000) comparou duas metodologias, uma simplificada e outra tradicional,

para extração do pigmento bixina. Para a metodologia simplificada, as sementes

foram moídas e misturadas com água em recipiente, na proporção de 1:3 (p/v) e

aquecidas em ebulição até que toda água fosse eliminada, filtrando-se o material

em seguida. Na metodologia tradicional, as sementes foram moídas e submetidas

à extração a frio com etanol na proporção de 1:2 (p/v). Verificou-se que o

rendimento da semente/extrato pela metodologia simplificada foi superior,

variando de 34 a 23%, enquanto que a tradicional variou de 11 a 12%. Observou-

se que o teor de bixina pela extração simplificada (46 a 31%) foi inferior quando

comparado com a metodologia tradicional (72 a 70%) e superior em relação à

literatura (34,4%). A autora concluiu que esta nova metodologia simplificada

proporciona segurança, alta qualidade e redução nos custos dos alimentos por não

requerer recursos técnicos os quais oneram o produto final.

3.5.2

EXTRAÇÃO EM LEITO FIXO E EM LEITO DE JORRO

Para evitar a exposição prolongada das sementes de urucum ao sol, o que causa

perda de bixina, uma alternativa é a secagem do produto em equipamento sob

condições controladas de temperatura e de processamento. Segundo Silva (1991),

o leito de jorro é o que oferece melhor possibilidade de secagem das sementes de

urucum, pois, além de deixar o produto seco com uma umidade abaixo do valor

permitido para o armazenamento, produz um concentrado em pó que pode

alcançar até 20% de bixina.

Vários estudos sobre a obtenção de coloríficos através da extração em leito fixo e

em leito de jorro foram publicados. Estes estudos mostram a utilização de três

equipamentos distintos: betoneira, câmara de secagem de leito fixo e câmara de

secagem de leito de jorro.

A betoneira consiste de um grande recipiente giratório, não aerado, comumente

empregado na área de construção civil para a preparação do betão (concreto).

A câmara de secagem de leito fixo, segundo descrita e utilizada por Silva (1991)

(Figura 10), consiste de uma coluna cilíndrica com 18 cm de diâmetro e 60 cm de

altura com um distribuidor tronco-cônico do ar de secagem contendo esferas de

vidro. A câmara possui seis furos, três em cada lado. Nos dois primeiros da base

são colocados os termopares de controle de temperatura, temperatura de bulbo

seco e bulbo úmido na entrada. Nos dois furos após o suporte são colocados os

termopares de bulbo seco e bulbo úmido na saída do leito. As temperaturas são

lidas no milivoltímetro distribuídas por meio de uma chave seletora através de

sinal enviado pelos termopares.

Figura 10 - Câmara de Secagem de Leito Fixo. Silva, 1991

A câmara de secagem de leito de jorro, conforme descrita e utilizada por Silva

(1991) (Figura 11), consiste de uma base cônica de aço inoxidável com ângulo de

60°, acoplada a uma coluna cilíndrica também de aço inoxidável de 60 cm de

diâmetro e 100 cm de altura. A coluna possui um tubo centrado com a finalidade

de melhorar a dinâmica do jorro. A câmara possui dois visores em acrílico por

onde é feito o controle visual da secagem; um ciclone acoplado na parte superior

da mesma, para coleta do pó proveniente da atrição das sementes; quatro

tomadas de temperatura, três na lateral direita e uma na esquerda e duas

tomadas de pressão na lateral esquerda. A parte cônica possui uma tomada de

amostra, pela qual são retiradas sementes para a determinação da umidade

LEGENDA

A – COLUNA DE AÇO GALVANIZADA

B – CAMADA DE AMIANTO (1,5 cm)

C – ESPUMA DE POLIURETANO (1,0 cm)

D – DISTRIBUIDOR TRONCO-CÔNICO

E – SUPORTE DE ALUMÍNIO CONTENDO A

AMOSTRA

F – TUBULAÇÃO GALVANIZADA DE 2”

G – CHAVE SELETORA

H – MILIVOLTÍMETRO DIGITAL

I – CONTROLADOR DE TEMPERATURA

J - REGISTRADOR

durante o processo de secagem. A entrada do ar de aquecimento possui uma

junção presa por três parafusos, uma junta de borracha e uma tela de arame na

abertura por onde são feitos os descarregamentos. A conexão entre o trocador de

calor e a junção do secador contém uma tomada de temperatura e uma de

pressão.

Figura 11 - Câmara de Secagem de Leito de Jorro. Silva, 1991

Silva (1991) buscou fornecer conhecimentos adequados para a aplicabilidade do

leito de jorro na secagem de urucum sem que o produto sofresse desvalorização,

fazendo estudos sobre as condições operacionais para se encontrar uma faixa de

trabalho adequada. Através dos testes realizados por Silva, observou-se que a

vazão e o comprimento do tubo centrado não afetaram as curvas, mas a

temperatura, a umidade inicial das sementes e a carga de processamento

causaram efeitos nas mesmas. Silva concluiu que, aumentando a umidade inicial

e temperatura, o coeficiente de difusividade aumenta, ou seja, a taxa de secagem

aumenta. Em comparação com os dados obtidos em leito fixo, o leito de jorro

LEGENDA

A – TOMADA DE PRESSÃO

B – TOMADA DE TEMPERATURA

C – TOMADA DE AMOSTRA DE SEMENTES

D – CÂMARA DE SECAGEM

E - CICLONE

mostrou-se mais eficiente. Quanto ao equipamento proposto, Silva o considerou

adequado para o processamento do urucum em termos do seu desempenho na

secagem e da qualidade do produto final, conforme a faixa de operação:

temperatura de entrada do secador de 55 °C, carga de sódico 10 Kg, vazão deve

ser ótima de jorramento e o comprimento do tubo centrado deve ser o suficiente

para não ficar inferior ao nível de sólidos no secador.

Porém, de acordo com Faria & Rocha (2000), a secagem das sementes de urucum

é uma etapa importante e deve ser cuidadosamente conduzida para que o produto

final tenha a porcentagem mínima de bixina de 2,5% e nível de umidade inferior

a 10%. Segundo esses autores, como o poder corante do urucum está no pericarpo

das sementes, o processo de secagem deve ser feito em câmera de leito fixo para

se evitar o atrito entre as mesmas e a perda do material corante. Faria & Rocha

estudaram as melhores condições para minimizar essa perda e obter uma

umidade final das sementes em níveis apropriados para sua conservação e

manutenção da qualidade, trabalhando com temperaturas entre 74 e 94 ºC e

tempo de 199 a 336 min. O ponto ótimo de operação foi estimado a 94 ºC, 199 min

e 50 kg/h.

3.5.3

EXTRAÇÃO COM CO

SUPERCRÍTICO

Um processo que também pode ser utilizado na extração desses pigmentos é o que

faz uso de fluidos pressurizados (FIGURA 12). A aplicação de fluídos

supercríticos (SCF) está baseada na observação experimental de que muitos

gases aumentam seu poder de dissolução quando comprimidos acima do ponto

crítico, facilitando a extração ou separação dos componentes de uma mistura,

podendo oferecer maiores rendimentos e melhor qualidade. Uma vez

pressurizado, o fluido exibe propriedades físico-químicas intermediárias entre as

de um líquido e de um gás, favorecendo o seu uso como solvente. O dióxido de

carbono, o etileno, o etano, são exemplos de alguns solventes empregados na

extração supercrítica, sendo o dióxido de carbono o mais usado. O co-solvente é

um terceiro componente adicionado à mistura supercrítica, em pequenas

quantidades e que proporciona um aumento significativo na solubilidade do

soluto (Silva, 1999).

Utilizando essa metodologia, Degnan et al (1991) concluíram que apenas bixina

foi extraída de amostras mescladas de bixina e norbixina. Nenhum produto de

degradação térmica foi detectado em amostras extraídas dentro da faixa de

temperatura utilizada (50-55 °C). Aumento da temperatura resultou em aumento

de pigmento por grama de CO

em todas as pressões utilizadas (3000-7000 psi).

Aumento isotérmico na pressão não resultou em aumento de pigmento por grama

de CO

. A eficiência da extração do pigmento aumentou na presença de um óleo.

Também Silva (1999) estudou a extração dos pigmentos presentes nas sementes

do urucum usando o CO

supercrítico como solvente. O principal objetivo foi a

obtenção destes pigmentos com excelente qualidade. Segundo esse autor, quando

comparada aos processos convencionais, a extração com CO

supercrítico oferece

as seguintes vantagens: uso de um solvente não tóxico não inflamável e de baixo

custo; facilidade de separação soluto/solvente, obtendo um produto final puro; e a

possibilidade de processamento a temperaturas relativamente baixas, evitando a

degradação do produto final. As desvantagens são: custo operacional maior e

normalmente valores menores da solubilidade do soluto no solvente.

Esse mesmo pesquisador realizou experimentos para obtenção da solubilidade da

bixina e do óleo das sementes do urucum em CO

pressurizado e verificou que a

presença do óleo nas sementes influenciou significativamente na solubilidade da

bixina, pois funcionou como co-solvente do CO

. Quando comparada com a bixina

pura, a solubilidade chegou a ser 20 vezes superior. O sistema experimental,

proposto por Silva, para a extração dos pigmentos do urucum, mostrado na

Figura 10, consta de um extrator em leito fixo, válvula de expansão, aquecedor,

separador do soluto, compressor, resfriador e alimentação de CO

. O CO

circula

no sistema continuamente até o esgotamento dos pigmentos do extrator.

Figura 12 - Sistema de extração dos pigmentos do urucum com CO

supercrítico, Silva, 1999

De acordo com experimentos realizados por Nobre et al. (2006), a eficiência da

extração dos pigmentos das sementes de urucum com CO

supercrítico foi baixa

(apenas 1% de pigmento extraído) sob 200 bar de pressão e temperatura de 40 °C.

Eles aumentaram o fluxo do solvente, o que levou a uma diminuição da

recuperação do pigmento. Um crescimento significativo na porcentagem de

recuperação (de 1% para 45%) foi obtido utilizando uma mistura de CO

supercrítico e etanol. Os autores, então, alteraram a pressão para 300 bar e a

temperatura para 60 °C e observaram que a elevação da pressão e da

temperatura aumentou a porcentagem de recuperação dos pigmentos, porém

mudanças no fluxo do solvente aparentemente não influenciaram esse aumento.

3.6

3.63.6

3.6 Períodos e condições de armazenamento das sementes e extratos de urucum

Períodos e condições de armazenamento das sementes e extratos de urucumPeríodos e condições de armazenamento das sementes e extratos de urucum

Períodos e condições de armazenamento das sementes e extratos de urucum

O tempo e as condições de armazenamento dos pigmentos do urucum são

importantes na estabilidade dessas substâncias. Carvalho et al. (1993(a))

estudaram a degradação de um corante sólido, obtido pela extração alcoólica das

sementes de urucum contendo inicialmente 31,36% de bixina, em embalagens

com diferentes taxas de permeabilidade ao oxigênio: filme laminado com

alumínio, filme metalizado, filme co-extrusado de nylon e polietileno de baixa

densidade e filme de polietileno de baixa densidade. O estudo de estabilidade foi

realizado a 30 °C por um período de 365 dias, com avaliações periódicas de teor de

pigmento. Observou-se que o teor de bixina diminuiu significativamente entre as

duas a três primeiras semanas, em todas as embalagens. A partir de então,

manteve-se, com exceção da embalagem de polietileno, um teor médio de 28,33%

de bixina. No corante acondicionado nas embalagens de polietileno de baixa

densidade verificou-se uma taxa de degradação de bixina de aproximadamente

0,04% ao dia, durante todo o restante do estudo.

O processo de produção dos pigmentos também é importante na sua estabilidade.

Partindo de um corante hidrossolúvel em pó, extraído com solução alcalina e

desidratado por atomização, Batista (1994) produziu corantes hidrossolúveis com

NaOH e KOH, isoladamente, e com e sem adição de malto-dextrina, obtendo,

assim, 4 corantes diferentes. Concluiu que o método de produção dos corantes

com malto-dextrina foi o mais eficiente e que não há diferença entre a solução de

NaOH e KOH, como extratoras. Em seguida, avaliou a conservação dos corantes

com malto-dextrina acondicionados em embalagens com diferentes características

quanto à taxa de permeabilidade ao oxigênio e ao vapor de água e quanto à

transmissão aos raios luminosos, e estocadas em ambientes com temperatura e

umidade relativa do ar diferentes. Observou que a luz e o oxigênio foram os

fatores que provocaram a degradação dos pigmentos, sendo o oxigênio o maior

responsável. O aumento de temperatura acelerou a degradação e o pote de

policloreto de vinila foi a embalagem que melhor protegeu os corantes. O menor

decréscimo no teor de norbixina observado durante o período de estocagem do

corante hidrossolúvel com malto-dextrina e NaOH e a maior taxa de rendimento

de extração mostraram a superioridade desse corante.

A influência da luz e do oxigênio sobre a estabilidade do norbixato de potássio em

presença de maltodextrina foi estudada por Pimentel (1995). Extratos-controle e

adicionados de malto-dextrina até 5, 10 e 20% de sólidos totais foram estocados

na presença e na ausência de luz, em ambientes de nitrogênio e de oxigênio.

Constatou-se ser a luz o agente mais destrutivo para ambos os extratos

pesquisados, com perdas de até 80% de norbixato em 240 horas. O oxigênio teve,

isoladamente, pouca influência na decomposição desses pigmentos. As menores

perdas de norbixato após 792 horas foram observadas no escuro nas amostras

mantidas sem O

, quando ao corante foi adicionado maltodextrina até atingir

10% de sólidos totais.

Já Pedrosa et al. (1999) estudaram os efeitos do tipo e do período de

armazenagem sobre os teores de bixina e proteína das sementes de urucum. As

sementes foram armazenadas em silos de zinco e em sacos de nylon durante oito

meses, nas condições climáticas de Campina Grande, PB. Os resultados

mostraram que tanto os teores de bixina como os de proteína decresceram com o

período de armazenagem das sementes, mas só ocorrendo diferenças

significativas entre os teores de bixina após o 4º mês de armazenagem, enquanto

as sementes armazenadas em silos conservaram melhores teores de bixina e

proteína.

Ponte et al. (1999), por sua vez, estudaram a fotodegradação da bixina em

sementes de urucum sob duas condições de iluminação com lâmpadas

incandescentes: uma e três lâmpadas de 40 W cada, uma condição de iluminação

infravermelha: uma lâmpada de 250 W e uma condição de iluminação

ultravioleta: uma lâmpada de 15 W. No caso das lâmpadas incandescentes e

infravermelha, as sementes foram expostas à luz em uma câmara provida de

exaustor, para evitar o aquecimento excessivo do ar, minimizando a influência da

temperatura na diminuição da concentração de bixina. A exposição à radiação

ultravioleta foi realizada em outra câmara, também de madeira, mas desprovida

de exaustão, por não ocorrer aquecimento considerável neste caso. A cada sete

dias foram medidas a umidade e o teor de bixina do material, verificando-se uma

queda nos teores do corante tanto com as lâmpadas incandescentes quando com

as lâmpadas ultravioleta e infravermelha, sendo que esta última condição foi a

mais drástica, provocando uma maior degradação.

A estabilidade dos pigmentos do urucum varia também com a temperatura.

Stringheta et al. (1999) determinaram o teor de bixina em sementes de urucum

sob diferentes temperaturas. O trabalho buscou a melhor temperatura para

estocagem das sementes durante um período de 90 dias e a metodologia adotada

para determinar a concentração de bixina foi o KOH. Os autores concluíram que

a temperatura de 10 °C foi a que o pigmento teve melhor estabilidade. Este

trabalho não foi realizado com o controle da umidade do ar.

A análise do teor dos pigmentos presentes em sementes de urucum deve ser

realizada sem demora. Nazaré & Martins (1999) estudaram 36 progênies de

urucuzeiro para verificar seus conteúdos de corantes, bem como a influência do

tempo decorrido entre o recebimento e a análise das amostras. Os resultados

mostraram que a demora para a execução das análises causa uma perda

considerável de corantes nas amostras. O tempo variou de 3 dias a 4 meses e os

percentuais de amostra com mais de 3% de bixina variaram de 67% a 16%,

respectivamente.

Fontana et al. (2000) apresentaram resultados quanto à estabilidade da bixina de

urucum frente a diferentes ambientes físicos. Amostras de solução de bixina com

clorofórmio foram separadamente submetidas às condições físicas explicitadas na

figura e as respectivas análises espectrais no campo do visível executadas ao 6º

dia de experimentação. Na exposição cumulativa e mais adversa (luz + O

), cerca

de 40% da bixina sofreu degradação (Figura 13).

Figura 13 - Influência do ambiente físico na degradação da

bixina, Fontana et al, 2000.

3.7

3.73.7

3.7 Solventes

SolventesSolventes

Solventes

De acordo com a CETESB (2003(a)), as vias pelas quais os produtos químicos

podem entrar em contato com o nosso organismo são três: inalação, absorção

cutânea e ingestão. A inalação é a via mais rápida de entrada de substâncias

para o interior do nosso corpo e a mais comum. Já com relação à absorção

cutânea, existem duas formas das substâncias tóxicas agirem. A primeira é como

tóxico localizado, onde o produto em contato com a pele age na sua superfície

provocando uma irritação primária e localizada. E a segunda forma, é como tóxico

generalizado, quando a substância tóxica reage com as proteínas da pele ou

mesmo penetra através dela, atinge o sangue e é distribuída para o nosso

organismo, podendo atingir vários órgãos. Apesar da pele e a gordura atuarem

como uma barreira protetora do corpo, algumas substâncias, como ácido

cianídrico, mercúrio e alguns defensivos agrícolas, têm a capacidade de penetrar

através da pele. Quanto à ingestão, esta é considerada uma via de ingresso

secundário, uma vez que tal fato somente ocorrerá de forma acidental.

São diversos os solventes utilizados na extração dos pigmentos do urucum e o uso

de cada um deles tem como restrições o limite residual permitido, o potencial

poluidor do ambiente, a toxicidade, o custo e a eficiência de extração dos

pigmentos. Um dos objetivos deste trabalho foi analisar o potencial de extração

dos solventes: acetato de etila, acetona, metiletilcetona, clorofórmio, etanol e

hexano, levando-se em consideração a toxidade de cada um deles. Para isso,

buscou-se, primeiramente, obter informações relevantes sobre solventes,

destacando-se especialmente seus aspectos toxicológicos.

3.7.1

CLOROFÓRMIO

Sinônimo de triclorometano, o clorofórmio é um hidrocarboneto halogenado, com

fórmula molecular HCCl

(CETESB, 2003(b)).

Dentre os solventes citados, o clorofórmio é o único que apresenta nível 2 de

perigo à saúde, segundo o Manual de Produtos Químicos Perigosos da CETESP,

enquanto os demais apresentam nível 1. Além disso, o clorofórmio é o único que

se enquadra na classe 6 - Substâncias Tóxicas e Substâncias Infectantes que, por

definição, são substâncias capazes de provocar a morte ou danos à saúde humana

se ingeridas, inaladas ou por contato com a pele, mesmo em pequenas

quantidades.

Conforme monografia realizada em agosto de 1990 pelo Dr. Janusz Szajewski, do

Szpital Praski, na Polônia, as circunstâncias em que ocorre maior risco de

envenenamento crônico ou agudo, dentre outras, são aquelas vivenciadas por

indivíduos que trabalham em laboratórios onde o clorofórmio é fabricado ou

utilizado como solvente (Szajewski, 1990).

De acordo com informações publicadas em 1997 pela

Agency for Toxic Substances

and Disease Registry (

ATSDR, 1997), a exposição ao clorofórmio pode ocorrer

pela aspiração de ar contaminado ou pela ingestão ou contato com a substância

ou com a água que a contenha. A aspiração de 900 ppm de clorofórmio pode

causar vertigens, fatiga ou dores de cabeça. A aspiração ou ingestão do

clorofórmio em níveis elevados e por longos períodos de tempo pode prejudicar o

fígado e rins. Grandes quantidades de clorofórmio podem causar feridas quando

em contato com a pele. Ele evapora facilmente em contato com o ar e pode,

eventualmente, se decompor, mas por um processo lento. Os produtos dessa

decomposição incluem o fosgênio e o cloreto de hidrogênio, ambos tóxicos. Ele não

se fixa à superfície do solo podendo atingir os lençóis freáticos; dissolve-se

facilmente em água e parte dele pode se decompor em outros produtos químicos.

O clorofórmio permanece por longos períodos nos lençóis freáticos e,

aparentemente, não se fixa, em quantidades significativas, em plantas e animais.

Não se sabe se o clorofórmio causa efeitos na reprodução ou defeitos na formação

do feto humano. Estudos com animais mostraram a ocorrência de abortos em

ratos e camundongos que respiraram ar contendo entre 30 a 300 ppm de

clorofórmio durante a gestação e também em ratos que ingeriram clorofórmio

durante a gestação. A descendência de ratos e camundongos que aspiraram

clorofórmio durante a gestação apresentaram defeitos de nascença. Espermas

anormais foram encontrados em camundongos que respiraram ar contendo 400

ppm de clorofórmio por alguns dias.

Em 1999, a

International Agency for Research on Câncer

(IARC, 1999)

determinou que o clorofórmio fosse considerado possivelmente carcinogênico para

humanos (Grupo B). Esta conclusão se baseou em evidências que se mostraram

inadequadas em experimentos com seres humanos, porém suficientes em

experimentos com animais de laboratório.

Também em 1999, estudo realizado por Zwaard, A.W. (1999) teve, como objetivo,

controlar a exposição de laboratoristas e estudantes a solventes em laboratórios

químicos. Segundo Zwaard, a substituição, quando possível, do benzeno pelo

tolueno, e do tetracloreto de carbono e do clorofórmio pelo diclorometano, resultou

em uma gradual, mas significativa, queda no indicador de risco de exposição no

período considerado de 12 anos. O clorofórmio teve uma influência dominante no

valor do indicador de risco, já que esse estudo levou em consideração informações

sobre as propriedades tóxicas desse solvente, obtidas em trabalhos até então

publicados. Zwaard concluiu que, embora as concentrações obtidas, de vapores de

solventes transportados pelo ar, terem sido baixas, deve-se tomar cuidado ao

concluir que exposições significantes nunca aconteçam em laboratórios. Em

primeiro lugar, muitos produtos químicos além de solventes, são utilizados em

laboratório. Em segundo lugar, sistemas de ventilação e sua eficiência têm

mostrado diferenciarem-se enormemente de um laboratório para outro. Além

disso, solventes, ou mesmo produtos químicos representam apenas um dos

estímulos estressantes a que estudantes e laboratoristas ficam expostos.

Exposições combinadas (a produtos químicos, radiação, micro-organismos etc.)

devem ser consideradas em um ambiente laboratorial.

De acordo com informações divulgadas no site da

Environmental Protection

Agency

(EPA, 2001), o potencial carcinogênico do clorofórmio por inalação está

sendo revisto.

Mais recentemente, o

International Programme on Chemical Safety

(IPCS),

publicou, em 2004, o CICAD 58 (Concise International Chemical Assessment

Document), que faz uma avaliação química resumida sobre os efeitos do

clorofórmio. Segundo o CICAD 58, o clorofórmio puro causa irritação aos olhos

humanos e aos olhos e pele de coelhos. A inalação de clorofórmio causa efeito

anestésico em humanos. Lesões nasais também têm sido observadas em ratos e

camundongos expostos ao clorofórmio por inalação ou por via oral. Estudos em

animais de laboratório identificam o fígado e os rins desses animais como os

órgãos potencialmente atingidos pela toxidade do clorofórmio e dados limitados

sugerem que o fígado e os rins dos seres humanos também seriam os órgãos

provavelmente prejudicados. Estudos epidemiológicos informativos sobre o

clorofórmio não foram identificados. Em bioensaios com animais de laboratório,

tumores de fígado e rins foram induzidos. Em ratos, a única evidência

convincente de efeito cancerígeno foi um aumento nos tumores de rins em

machos, aos quais foi dado clorofórmio misturado em óleo de milho ou em água.

Tumores de rins também foram observados em camundongos machos expostos ao

clorofórmio por inalação ou por ingestão através de pasta de dente.

Adicionalmente, camundongos machos e fêmeas desenvolveram tumores de

fígado quando o clorofórmio foi oferecido com óleo de milho. Investigação

extensiva do potencial genotóxico do clorofórmio geralmente falhou na

identificação de qualquer atividade neste sentido, embora alguns estudos

aventem que ele seja ligeiramente genotóxico em ratos. Uma importante pesquisa

sugere que o clorofórmio não tem potencial genotóxico significante. Há evidências

experimentais convincentes de que os tumores de fígado e de rins observados em

camundongos são uma conseqüência secundária de citotoxicidade sustentada

(presumivelmente devido aos metabólitos, tais como fosgênio e cloreto de

hidrogênio) e persistente proliferação de células reparadoras associadas. Estudos

desenvolvidos e reproduzidos em animais de laboratório sugerem que o

clorofórmio não é uma toxina com desenvolvimento específico e é fetotóxica

apenas em doses que causem toxicidade materna (WHO, 2004).

3.7.2

ACETONA

Sinômimo de propanona e dimetilcetona, a acetona pertence à família das

cetonas, com fórmula molecular C

O (CETESB, 2006(b)).

Segundo o Manual de Produtos Químicos Perigosos da CETESB, a acetona

enquadra-se na classe 3 - Líquidos Inflamáveis. Esta categoria engloba, por

definição, líquidos, mistura de líquidos ou líquidos contendo sólidos em solução ou

em suspensão, que produzem vapores inflamáveis a temperaturas de até 60,5º C

em teste de vaso fechado. Em geral, as substâncias inflamáveis são de origem

orgânica, como, por exemplo, hidrocarbonetos, álcoois, aldeídos e cetonas, entre

outros.

De acordo com a ATSDR (1995), a acetona é um produto químico encontrado

naturalmente no meio ambiente e que também pode ser produzido pelas

indústrias. Baixos níveis de acetona estão normalmente presentes no corpo

devido à decomposição química de gordura. A acetona é um líquido transparente

com cheiro e sabor característicos. Ela evapora rapidamente no ar e mistura-se

bem com a água. A maior parte da acetona produzida é utilizada em outros

produtos químicos na confecção de plásticos, fibras e medicamentos. Também é

utilizada para dissolver outras substâncias. Ela entra em contato com o ar, água

e solo através de processos naturais e de atividades humanas. Ela ocorre

naturalmente em plantas, árvores, gases vulcânicos e incêndios florestais.

Pessoas e animais liberam acetona produzida da quebra natural de gorduras

presentes no corpo. Ela também pode ser liberada durante sua fabricação e uso,

no escapamento de veículos, na fumaça do tabaco, aterros sanitários e certas

combustões de lixos. A acetona está presente no ar na forma gasosa. Parte dela se

perde quando reage com a luz solar e outros produtos químicos. A chuva e a neve

também removem pequenas quantidades de acetona da atmosfera e, neste

processo, a deposita no solo ou na água. Por volta de 50% da acetona, em uma

atmosfera normal, desaparece em 22 dias. Micróbios presentes na água e no ar

removem a acetona. Peixes não armazenam acetona em seu organismo. As

moléculas da acetona não se ligam firmemente ao solo. Embora o nível de acetona

no ar e água seja, em geral, baixo, a quantidade dessa substância nas grandes

cidades é geralmente maior do que em cidades rurais. Pessoas que trabalham em

indústrias que processam e usam acetona podem ficar expostas a níveis mais

altos do que a população em geral. Estas indústrias incluem fábricas de sapatos,

fibras artificiais, plásticos e tintas. Pintores profissionais e limpadores

residenciais e comerciais geralmente ficam expostos a concentrações de acetona

mais altas do que a maioria da população.

A acetona não causa câncer de pele em animais quando aplicada na epiderme.

Não se sabe se a acetona causa câncer após ingestão ou inalação por longos

períodos, já que não foram realizados testes neste sentido (IPCS, 1998).

De acordo com o

Screening Information DataSet

(SIDS) da , estudos anteriores

mostram que a acetona possui baixo potencial de danos à saúde humana e ao

meio ambiente (OECD SIDS, 1999).

Department of Health and Human Services

e o

International Agency for

Research on Cancer

não consideram a acetona uma substância com efeitos

carcinogênicos. A EPA classifica a acetona como substância não carcinogênica

para os humanos (EPA, 2003).

3.7.3

ACETATO DE ETILA

Sinônimo de etanoato de etila, o acetato de etila é um éster com fórmula

molecular C

(CETESB, 2006(b)).

Segundo avaliação toxicológica realizada pela 11

. JECFA (IPCS, 1967), o acetato

de etila é um líquido transparente, incolor, com uma fragrância refrescante, leve

odor de acetona e gosto picante e azedo, com propriedades irritantes quando

inalado, porém prontamente metabolizado após administração oral. Não foram

realizados estudos adicionais sobre sua hidrólise no trato gastrointestinal.

O Manual de Produtos Químicos Perigosos da CETESB enquadra essa substância

na classe 3 - Líquidos Inflamáveis, ou seja, na mesma categoria da acetona.

Em 1988, foi feita a última revisão pela Environmental Protection Agency (EPA,

1988) que declarou não ter sido realizada, até aquela data, uma completa

avaliação que evidenciasse o potencial carcinogênico do acetato de etila para os

humanos.

3.7.4

METILETILCETONA (MEC)

A metiletilcetona (MEC) pertence à família das cetonas com fórmula molecular

O (CETESB, 2006(b)). Líquido transparente, incolor, volátil, muito

inflamável, de odor parecido com o da acetona. Não há registros de que a

metiletilcetona tenha causado morte ou acidentes industriais em larga escala

(existe apenas um caso de acidente industrial registrado). Também não existem

evidências de que ela seja carcinogênica. A metiletilcetona é um importante

produto químico utilizado principalmente como um componente de misturas de

solventes para aplicação em uma vasta variedade de revestimentos e adesivos.

Exposição ocupacional moderada é comum ocorrer devido a sua evaporação no

meio ambiente, mas a metiletilcetona não é vista como uma substância

particularmente perigosa. A maioria dos limites nacionais de exposição fica em

200 ppm, com algumas exposições, por períodos curtos, de até 300 ppm, e esses

limites têm se mostrado aceitáveis (IPCS, 1993).

O Manual de Produtos Químicos Perigosos da CETESB enquadra essa substância

na classe 3 - Líquidos Inflamáveis, ou seja, na mesma categoria da acetona.

Segundo a EPA, não há estudos disponíveis sobre o potencial carcinogênico da

metiletilcetona por inalação ou ingestão. Com relação ao potencial carcinogênico

por absorção epidérmica, os estudos realizados não relataram casos de tumores.

Por esta razão, a EPA classificou a metiletilcetona como substância não

carcinogênica para os humanos (EPA, 2000).

3.7.5

ETANOL

Sinônimo de álcool etílico, o etanol pertence à família dos alcoóis com fórmula

molecular C

O (CETESB, 2006(b)).

O Manual de Produtos Químicos Perigosos da CETESB enquadra essa substância

na classe 3 - Líquidos Inflamáveis, ou seja, na mesma categoria da acetona.

De acordo com publicação da UNEP (Ethanol, 2004), evidências do potencial

carcinogênico do etanol somente foram relatadas em estudos epidemiológicos

sobre o impacto do consumo de bebidas alcoólicas. Esses estudos não indicaram

que existe algum perigo para os locais de trabalho onde ocorra exposição

potencial ao etanol. Esta substância foi considerada de baixa prioridade para

estudos diferentes dos aqui relatados, por seu perfil de baixa periculosidade.

3.7.6

HEXANO

Hexano é um hidrocarboneto com fórmula molecular C

(CETESB, 2006(b)),

obtido de certas frações do petróleo, após vários processos de transformação por

meio de calor e pressão. Com o emprego de raios X, conclui-se que a cadeia do

hexano forma zigue-zagues, com ângulos constantes de 109° (Nehmi, 1994).

Líquido incolor, o hexano pode ser danoso para o trato respiratório e causar

distúrbios circulatórios devido a sua baixa viscosidade, o que permite sua rápida

distribuição pelas áreas dos pulmões, o que pode levar de duas a quatro semanas

para a desinflamação. Os limites estabelecidos de exposição ao hexano, em ppm,

variam de uma entidade para outra e não há dados disponíveis sobre o ADI

(Acceptable Daily Intake) e outros níveis de procedimentos (IPCS, 1997).

O Manual de Produtos Químicos Perigosos da CETESB enquadra essa substância

na classe 3 - Líquidos Inflamáveis, ou seja, na mesma categoria da acetona.

A EPA declara que os estudos disponíveis em humanos e em animais de

laboratório são inadequados para determinação de potencial carcinogênico dessa

substância. Como o hexano comercial é uma mistura variável de hidrocarbonetos

dos quais apenas ao redor de 52% é n-hexano, é injustificável considerar o uso do

hexano comercial com efeitos quantitativos e qualitativos parecidos aos do n-

hexano puro (EPA, 2005).

4 MATERIAIS E MÉTODOS

MATERIAIS E MÉTODOSMATERIAIS E MÉTODOS

MATERIAIS E MÉTODOS

4.1

4.14.1

4.1 M

Materiais

ateriaisateriais

ateriais

4.1.1

EQUIPAMENTOS E UTENSÍLIOS

Balança analítica Mettler, modelo 48204-5

Espectrofotômetro da marca Varian, modelo Cary E

Refrigerador da marca Eletrolux, modelo DFF44

Banho Maria da marca Fisaton, modelo 587

Homogeneizador da marca Tecnal, modelo TE039

Peneira da marca Granutest, 60 mesh

Freezer horizontal da marca Prosdócimo, modelo Multishop H50

Seladora da marca Selovac, modelo Jumbo

Embalagens plásticas de diferentes dimensões

Filme plástico

Caixa de madeira contendo duas lâmpadas fluorescentes, para armazenamento

das sementes e dos extratos oleosos de urucum.

Seringas plásticas de 20 mL descartáveis.

Termômetro

Vidraria comum de laboratório

4.1.2

MATERIAL E REAGENTES

Sementes de urucum “in natura”: as sementes de urucum foram provenientes da

região de São José do Rio Preto, cidade do interior do Estado de São Paulo. São de

variedade ignorada. Até o momento de serem utilizadas, as sementes

permaneceram em local escuro e seco, sob temperatura ambiente.

Reagentes: acetato de etila, acetona, metiletilcetona, clorofórmio, etanol e hexano

são de grau analítico.

4.2

4.24.2

4.2 Métodos

MétodosMétodos

Métodos

4.2.1

EXTRAÇÃO DOS PIGMENTOS

Inicialmente, as sementes de urucum foram trituradas e cerca de 1 g foi pesado

em balança analítica e transferido para um béquer de 50 mL. Foram adicionados

cerca de 20 mL de solvente e a mistura foi agitada manualmente com o auxílio de

uma bagueta. O extrato foi filtrado e transferido para um balão volumétrico de

200 mL. O processo de extração foi repetido até que se completasse o volume do

balão. A análise foi realizada em triplicata.

4.2.2

EXTRAÇÃO COM DIFERENTES SOLVENTES

Para verificar a capacidade de extração de diferentes solventes, os pigmentos

foram extraídos com: acetona, acetato de etila, metiletilcetona, clorofórmio, etanol

e hexano, isoladamente, utilizando o procedimento de extração já descrito. Após

homogeneização do conteúdo do balão, foram realizadas as diluições necessárias

com acetona para a leitura espectrofotométrica. O teor de bixina foi calculado

utilizando-se a equação e 3090

E , a 487 nm, indicados pela JECFA (2006(a)).

Os teores de pigmentos foram expressos em bixina e as extrações foram

realizadas em triplicata.

Realizou-se o cálculo do teor de bixina conforme a equação

Teor

, em que

A = Absorbância

F = Fator de diluição

C = Absortividade

M =

= =

= Massa de urucum

4.2.3

CINÉTICA DA DEGRADAÇÃO DA BIXINA DILUÍDA EM ACETONA,

METILETILCETONA E CLOROFÓRMIO, SEPARADAMENTE

Extratos foram preparados em acetona, metiletilcetona e clorofórmio,

separadamente, conforme procedimento já descrito. Após homogeneização do

extrato, retirou-se 1,00 mL da solução, que foi transferido para um balão de 50

mL. Completou-se o volume com o solvente e, após homogeneização, iniciou-se o

ensaio de degradação dos pigmentos.

Para a verificação da cinética de degradação dos pigmentos, 65 mL do extrato

foram colocados em uma coluna cromatográfica contendo uma válvula. A coluna

foi colocada em um suporte universal com garras e o conjunto foi acondicionado

em uma caixa forrada com papel alumínio, contendo duas lâmpadas fluorescentes

tubulares de 90 cm de comprimento (Figura 14). Uma alíquota de 1 mL era

retirada, abrindo-se a válvula, em diferentes intervalos de tempo, para leitura

espectrofotométrica. A análise foi realizada em duplicata.

Figura 14 - Montagem do sistema para o ensaio de perda de cor na presença de luz fluorescente.

4.2.4

EXTRAÇÃO E ANÁLISE DA DEGRADAÇÃO DOS EXTRATOS

OLEOSOS DE URUCUM ARMAZENADOS SOB DIFERENTES

CONDIÇÕES

Preparo dos extratos oleosos: foram misturados 400 gramas de sementes de

urucum e 600 gramas de óleo de soja em um béquer de 4 litros. O conteúdo foi

homogeneizado manualmente, e o béquer foi colocado em banho-maria, para

aquecimento gradativo, com agitação mecânica constante, até atingir 70 °C,

condições em que foi mantido por 30 minutos. Em seguida, a mistura ainda

quente foi peneirada para obtenção do extrato oleoso sem sementes. Esse extrato

foi resfriado até que atingisse temperatura ambiente.

O extrato foi homogeneizado e foram preparadas 24 amostras com

aproximadamente 16 gramas cada uma, sendo 12 acondicionadas em béqueres de

50 mL (na presença de oxigênio) (Figura 15) e 12 em seringas plásticas

transparentes de 20 mL (sem oxigênio) (Figura 16). O bicos das seringas foram

lacrados com filme plástico (Figura 17). Três amostras em béqueres e três

amostras em seringas foram armazenadas nas seguintes condições: a -17 °C, em

freezer, protegidas com papel alumínio; a 12 °C, na geladeira, protegidas com

papel alumínio; a 25 °C, em temperatura ambiente, protegidas com papel

alumínio e a 35 °C, em uma caixa contendo luz fluorescente branca (5000 lx),

desprotegidas da luz (Figura 18). Foi retirado, quinzenalmente, 1 g de cada uma

das amostras, para análise.

Figura 15 - Amostras de extrato oleoso

acondicionadas em béqueres de 50 mL,

protegidas da luz, na presença de O

Figura 16 - Amostras de extrato oleoso

acondicionadas em seringas plásticas,

protegidas da luz, sem O

Figura 17 - Amostra de extrato oleoso

em seringa lacrada com

filme plástico, sem O

Figura 18 - Amostras de extrato oleoso com e sem

, sob luz fluorescente

A retirada e análise foram realizadas da seguinte maneira: as 24 amostras foram

retiradas e mantidas em temperatura ambiente por aproximadamente 1 hora.

Cada amostra foi homogeneizada e, em seguida, 1 g foi transferido para um balão

volumétrico de 100 mL e o volume foi completado com o mesmo solvente (Figura

19). O conteúdo foi homogeneizado e foram realizadas as diluições necessárias

com acetona para a leitura espectrofotométrica (Figura 20). O teor de bixina foi

calculado utilizando-se a equação e 3090

, a 487 nm, indicados pela JECFA

(2006(a)).

Figura 19 - Amostras de extrato oleoso

transferidas para balão volumétrico

de 100 mL e volume completado com

acetona

Figura 20 - Amostras de extrato oleoso com as

diluições necessárias para leitura

espectrofotométrica

Após análise das 24 amostras, estas retornaram às suas respectivas condições de

armazenamento. O procedimento repetiu-se por 8 quinzenas consecutivas.

4.2.5

DEGRADAÇÃO DOS PIGMENTOS DE SEMENTES DE URUCUM “IN

NATURA”, ARMAZENADAS SOB DIFERENTES CONDIÇÕES

Sementes de urucum foram trituradas e peneiradas. Para que as análises fossem

feitas em triplicata, foram preparadas 24 amostras com aproximadamente 16

gramas cada uma. Doze amostras foram embaladas em sacos plásticos

transparentes, a vácuo (sem oxigênio) (Figura 21) e 12 foram armazenadas em

béqueres de 250 mL (com oxigênio). Foi feito controle de perda de umidade.

Grupos de três amostras em embalagem plástica e três amostras em béqueres

foram armazenadas nas seguintes condições: a -17 °C, no freezer, protegidas da

luz com papel alumínio; a 12 °C, na geladeira, protegidas da luz com papel

alumínio; a 25 ºC, em temperatura ambiente, protegidas da luz com papel

alumínio; em 35 °C, em uma caixa com luz fluorescente branca (5000 lx),

desprotegidas da luz (Figura 22). Foi retirado, quinzenalmente, 1 g de cada uma

das amostras, para análise.

Figura 21 - Amostras de sementes embaladas

em sacos plásticos transparentes a

vácuo, sem O

Figura 22 - Amostra de semente

armazenada em béquer, com

, sob luz fluorescente

A retirada e análise foram realizadas da seguinte maneira: as 24 amostras foram

retiradas e mantidas em temperatura ambiente por aproximadamente 1 hora.

Cada amostra foi pesada, e submetida à extração dos pigmentos, com acetona. O

método utilizado foi o mesmo já descrito, assim como o método de análise.

Após análise das 24 amostras, as 12 amostras acondicionadas nos sacos plásticos

foram novamente seladas e as 24 amostras retornaram às suas respectivas

condições de armazenamento (Figura 23). O procedimento foi repetido por 8

quinzenas consecutivas.

Figura 23 - Kit completo de amostras de

sementes e extrato oleoso,

protegidas da luz, com e sem O

4.2.6

DEGRADAÇÃO DOS PIGMENTOS DE URUCUM, DILUÍDOS EM

ACETONA, ARMAZENADOS SOB DIFERENTES CONDIÇÕES

Sementes de urucum tiveram seus pigmentos extraídos com acetona, conforme

procedimento já descrito. Os extratos, após análise, foram armazenados em

diferentes condições: no freezer (-17 °C), protegidos da luz com papel alumínio; na

geladeira (12 °C), protegidos da luz com papel alumínio; em temperatura

ambiente, protegidos da luz com papel alumínio; e em temperatura ambiente,

desprotegidos da luz.. A cada 30 dias uma amostra foi retirada para análise.

5 RESULTADOS E DISCUSS

RESULTADOS E DISCUSSRESULTADOS E DISCUSS

RESULTADOS E DISCUSSÃO

ÃOÃO

ÃO

5.1

5.15.1

5.1 Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Os resultados de extração dos pigmentos do urucum com clorofórmio, acetona,

metiletilcetona, acetato de etila, etanol e hexano estão apresentados na Tabela

05.

Tabela 05 - Extração dos pigmentos de

urucum com diferentes solventes.

Solvente

Teor de pigmentos

(%)

Clorofórmio (3,8 ± 0,1)

Acetona (3,74 ± 0,07)

a,b

MEC (3,63 ± 0,05)

Acetato de Etila (2,92 ± 0,05)

Etanol (1,35 ± 0,01)

Hexano (0,275 ± 0,005)

Médias seguidas pela mesma letra não diferem

pelo teste de Tukey a 1%. Testes realizados em

triplicata.

Como já era esperado, o clorofórmio é um bom extrator. O rendimento obtido com

a acetona não apresentou diferença significativa quando comparado com o

clorofórmio. Já a metiletilcetona não diferiu da acetona, mas diferiu do

clorofórmio. Os demais solventes testados não apresentaram extração

satisfatória. É importante salientar que se utilizou, para 1 g de sementes, o

volume fixo de 200 mL de solvente, em cada extração. Esses resultados estão

parcialmente compatíveis com os obtidos por Oliveira (2005), que analisou a

solubilidade da bixina em diversos solventes, dentre os quais incluem-se o

clorofórmio, a acetona, o acetato de etila e o etanol. Seus resultados

demonstraram ser o clorofórmio o melhor solvente, seguido pela acetona, o

acetato de etila e o etanol, sendo que as solubilidades foram nitidamente

diferentes. Portanto, o fato do clorofórmio solubilizar a bixina com maior

eficiência torna esperado que ele seja um bom extrator. Entretanto, de acordo

com as análises realizadas por Oliveira, a solubilidade da bixina em acetona não

é comparável àquela em clorofórmio, ao contrário do que foi observado neste

trabalho, quanto à capacidade de extração dos pigmentos. Já quanto ao acetato

de etila e ao etanol, houve compatibilidade entre os resultados de solubilidade da

bixina obtidos pelo mesmo autor e os de extração obtidos neste trabalho. Isso

indica que a solubilidade dos pigmentos no solvente não é o único fator que

explica a maior ou menor facilidade de extração.

Com base nos resultados obtidos e considerando que o clorofórmio é o único

produto químico, dentre os analisados, que apresenta nível 2 de perigo à saúde,

segundo o Manual de Produtos Químicos Perigosos da CETESP (2003 (b)), a

acetona é o solvente que melhor o substitui em análises laboratoriais para

obtenção da porcentagem de pigmentos totais de sementes de urucum. Confirma-

se, assim, a recomendação feita nas especificações elaboradas durante a 67ª

reunião do JECFA (2006(a)) sobre a utilização da acetona como solvente nas

análises laboratoriais de bixina extraída com solvente, extraída por processo

oleoso e extraída por processo aquoso.

Os resultados aqui apresentados indicam também que, na falta da acetona, a

metiletilcetona é uma boa opção. Já com relação aos demais solventes testados, os

resultados demonstraram que, quando utilizados isoladamente, a extração não é

satisfatória.

5.2

5.25.2

5.2 Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescente

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescentemetiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescente

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescente

A cinética da degradação foi realizada para que se pudesse verificar o efeito da

luz fluorescente na degradação dos pigmentos do urucum, solubilizados nos

solventes que apresentaram os melhores resultados de extração: a acetona, a

metiletilcetona e o clorofórmio, separadamente.

Os resultados dos experimentos realizados com extrato preparado em acetona,

clorofórmio e metiletilcetona, separadamente, estão apresentados na Figura 24

100

120

150

180

210

240

270

300

330

360

390

420

450

480

510

540

Tempo (minutos)

Pigmento residual (%)

Acetona Clorofórmio Metiletilcetona

Figura 24 - Cinética da degradação dos pigmentos diluídos

acetona, clorofórmio e metiletilcetona,

separadamente, sob luz fluorescente

A velocidade de degradação decorrente da exposição à luz fluorescente varia

conforme o solvente em que estão solubilizados os pigmentos. Entretanto, a

relação entre o percentual residual e o tempo de exposição obedece, nos três

casos, a um modelo linear, dados os altos coeficientes de correlação obtidos. Os

pigmentos extraídos com acetona, clorofórmio e metiletilcetona exigiram, para

atingirem 40 % do teor inicial, 7,7 h, 7,1 h e 1,1 h, respectivamente. O melhor

resultado, portanto, foi o obtido com a acetona seguida pelo clorofórmio. Os

pigmentos solubilizados em metiletilcetona foram degradados com maior rapidez.

De acordo com esses resultados, dentre os três solventes analisados, a acetona é a

melhor opção para análises laboratoriais de sementes de urucum que requeiram

leituras espectrofotométricas, já que os pigmentos diluídos nesse solvente sofrem

degradação mais lenta sob o efeito da luz do que quando diluídos em clorofórmio

ou metiletilcetona. Se os pigmentos são mais estáveis em acetona, nesse solvente

as análises tornam-se mais confiáveis, no que se refere à fotodegradação.

5.3

5.35.3

5.3 Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

diferentes condições

diferentes condiçõesdiferentes condições

diferentes condições

Extratos preparados com óleo de soja comercial foram armazenados durante

quatro meses, em oito diferentes condições, para análises quinzenais:

temperatura ambiente, protegidos da luz, na presença e na ausência de O

; a 35

sob luz fluorescente, na presença e na ausência de O

; em geladeira, protegidos

da luz, na presença e na ausência de O

e em freezer, protegidos da luz, na

presença e na ausência de O

. Os resultados das análises realizadas com os

extratos oleosos, ao final dos quatro meses estão apresentados na Tabela 06

Tabela 06 - Percentuais de pigmento remanescente nos extratos oleosos de urucum e nas

sementes, armazenados sob diferentes condições.

Pigmento Remanescente (%)

Temperatura

ambiente, sem

luz

35 ºC sob luz

fluorescente

Freezer, sem

luz

Geladeira, sem

luz

Forma de

armazenamento

Com O

Sem O

Com O

Sem O

Com O

Sem O

Com O

Sem O

Extratos oleosos 87 86 80 - 97 96 92 93

Sementes 88 87 55 56 93 98 97 93

Os extratos armazenados em temperatura ambiente, na presença e ausência de

, apresentaram percentuais residuais de pigmentos comparáveis de 87 e 86 %,

respectivamente. Já os extratos armazenados em freezer, protegidos da luz,

foram os que sofreram menor degradação, apresentando percentuais residuais de

97 e 96 %, na presença e na ausência de ar, respectivamente, seguidos dos

extratos armazenados em geladeira, que apresentaram percentuais residuais de

92 e 93 %, na presença e na ausência de ar, respectivamente. O que apresentou

menor estabilidade foi o armazenado sob luz e sob O

, a 35

C, com 80 % de

pigmentos residuais. Esses resultados indicaram que o freezer foi a melhor

condição de temperatura de armazenamento e que nesta condição, os percentuais

de degradação foram de 3 % a 4%, após 4 meses.

Para que sejam observados os efeitos do oxigênio sobre os teores de pigmentos dos

extratos oleosos em cada temperatura, os teores de pigmentos expressos em

bixina, durante esse período de armazenamento estão apresentados da Figura 25

à Figura 27.

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

S/O2 C/O2

Figura 25 - Efeito do O

na degradação dos pigmentos de extrato

oleoso armazenado em freezer, protegido da luz

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

S/O2 C/O2

Figura 26 - Efeito do O

na degradação dos pigmentos de extrato

oleoso armazenado em geladeira, protegido da luz

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

S/O2 C/O2

Figura 27 - Efeito do O

na degradação dos pigmentos de extrato

oleoso armazenado em temperatura ambiente,

protegido da luz

Ao final do tempo de armazenamento estabelecido no experimento, observou-se

que, à exceção do ensaio realizado a 35

C, nas outras condições de temperatura

praticamente não houve diferenças entre os resultados obtidos na presença ou na

ausência do oxigênio do ar.

O efeito da temperatura sobre os teores de pigmentos dos extratos oleosos

durante 4 meses de armazenamento está apresentado na Figura 28.

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

Temp. amb. Freezer Geladeira

Figura 28 - Efeito da temperatura na degradação dos pigmentos

de extrato oleoso armazenado sem O

, protegido da luz

Os resultados das análises dos extratos armazenados no escuro e na ausência de

indicaram uma tendência a acentuar-se a diferença entre os pigmentos dos

extratos armazenados, ao longo do tempo. Ao final, quanto maior a temperatura,

menor o teor de pigmentos. Esse comportamento repetiu-se na presença do O

O efeito conjunto da temperatura e da luz sobre os teores de pigmentos dos

extratos oleosos, durante 4 meses de armazenamento sob O

está apresentado na

Figura 29.

1,0

1,2

1,4

1,6

1,8

2,0

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

Temperatura ambiente 35 °C

Figura 29 - Teor de pigmentos de extrato armazenado a 35 °C sob

luz e de extrato armazenado em temperatura

ambiente na ausência de luz, ambos na presença de

Os extratos armazenados em temperatura ambiente, na ausência da luz,

degradaram-se mais lentamente que os armazenados a 35

C na presença de luz.

5.4

5.45.4

5.4 Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas sob

Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas sob Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas sob

Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas sob

diferentes condições

diferentes condiçõesdiferentes condições

diferentes condições

Sementes moídas de urucum foram armazenadas durante quatro meses, nas

mesmas oito condições a que foram submetidos os extratos oleosos. A cada

quinzena, amostras eram retiradas e os pigmentos extraídos e analisados. Os

resultados das análises realizadas ao final dos quatro meses estão apresentados

na Tabela 06.

Ao final do período experimental, as sementes mantidas no freezer, protegidas da

luz e do O

e as mantidas em geladeira, protegidas da luz, porém não do O

apresentaram percentuais residuais comparáveis, de 98 e de 97%,

respectivamente e foram os melhores resultados. As armazenadas em freezer na

presença de O

e em geladeira na ausência de O

apresentaram percentuais

residuais de pigmentos de 93%. As sementes armazenadas à temperatura

ambiente apresentaram percentuais residuais de 88 e 87%, na presença e na

ausência de O

, respectivamente e aquelas armazenadas a 35

C na presença e na

ausência de O

apresentaram pigmentos residuais de 55 e 56%, respectivamente,

sendo que esses últimos foram os piores resultados em termos de estabilidade dos

pigmentos.

A seguir, serão analisados os resultados, na tentativa de identificar os efeitos do

oxigênio, da temperatura e da luz na estabilidade dos pigmentos das sementes de

urucum.

Da Figura 30 até a Figura 33 estão apresentados resultados da influência do

oxigênio na degradação dos pigmentos das sementes, durante os quatro meses de

armazenamento.

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

S/O2 C/O2

Figura 30 - Efeito do O

na degradação de sementes de urucum

armazenadas em freezer, protegidas da luz

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

S/O2 C/O2

Figura 31 - Efeito do O

na degradação de sementes de urucum

armazenadas em geladeira, protegidas da luz

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

S/O2 C/O2

Figura 32 - Efeito do O

na degradação de sementes de urucum

armazenadas em temperatura ambiente, protegidas

da luz

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

S/O2 C/O2

Figura 33 - Efeito do O

na degradação das sementes de urucum

armazenadas a 35 ºC, sob luz fluorescente

Os resultados obtidos indicaram não ser o oxigênio um fator muito importante na

estabilidade dos pigmentos das sementes trituradas, durante o período de

armazenamento estudado. Durante o curso do armazenamento, não foi detectada

uma redução importante do teor de pigmentos, decorrente da presença do

oxigênio. Esses resultados estão de acordo com os obtidos nos ensaios com os

extratos oleosos.

A Figura 34 apresenta os resultados do efeito da temperatura na degradação dos

pigmentos das sementes de urucum, armazenadas por 4 meses na ausência de

oxigênio e de luz.

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

Temp. amb. Freezer Geladeira

Figura 34 - Efeito da temperatura na degradação das sementes de

urucum armazenadas protegidas da luz e de O

A mesma tendência observada nos extratos oleosos foi observada também nas

sementes de urucum trituradas. Ao final do período de 4 meses, também se

verificou que quanto maior a temperatura, menor o teor residual de pigmentos

nas sementes.

A Figura 35 apresenta os resultados do efeito conjunto de luz e de temperatura

na degradação dos pigmentos das sementes de urucum, armazenadas por 4 meses

na ausência de oxigênio.

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Quinzenas

Teor (%)

T. ambiente, sem luz 35 °C, sob luz

Figura 35 - Teor de pigmentos de extrato armazenado a 35 °C sob

luz e de extrato armazenado em temperatura

ambiente na ausência de luz, ambos na ausência de O

Quando se comparam os teores de pigmentos residuais nas sementes

armazenadas em temperatura ambiente, protegidas da luz, com as armazenadas

a 35

C, sob luz, verifica-se que a luz e a temperatura, conjuntamente, têm

acentuado efeito na perda de estabilidade dos pigmentos. Esse comportamento

repetiu-se com as amostras que foram submetidas ao O

Como já havia ocorrido com os extratos, as amostras armazenadas sob luz

fluorescente e temperaturas mais altas foram as que apresentaram maior perda

dos pigmentos, reforçando a hipótese de que a luz e a temperatura são causas

importantes da degradação dos pigmentos do urucum.

A Tabela 06 estabelece a comparação entre os percentuais residuais dos

pigmentos nas sementes e nos extratos oleosos, armazenados por 4 meses sob

diferentes condições.

Pode ser observado que as sementes apresentaram uma perda percentual muito

mais acentuada que os extratos, quando armazenadas sob luz fluorescente.

Entretanto, na ausência da luz, quando sementes e extratos são armazenados na

mesma temperatura, os percentuais residuais dos pigmentos são próximos.

É importante salientar que percentuais residuais próximos quando se comparam

sementes com extratos não quer dizer que o armazenamento numa ou noutra

forma sejam indiferentes, já que o óleo não consegue extrair todo o pigmento

presente na semente que originou o extrato.

A temperatura é um fator importante no armazenamento dos pigmentos do

urucum. Comparando-se os teores de pigmentos residuais após armazenamento

sem O

em freezer, em geladeira

e a temperatura ambiente, verifica-se que

quanto mais baixa foi a temperatura usada, mais estável se mostrou o pigmento,

durante 4 meses de armazenamento, seja na forma de extrato, seja na forma de

sementes trituradas.

Esses resultados estão de acordo com os obtidos por Kanjilal e Singh (1995), que

avaliaram a deterioração da bixina durante o armazenamento de sementes de

urucum, observando que sob temperatura ambiente a redução do teor de bixina

foi maior que a redução quando as sementes foram armazenadas em freezer.

Entretanto, no trabalho realizado por esses pesquisadores, a redução foi o dobro

quando em temperatura ambiente, diferentemente dos resultados obtidos neste

trabalho. Esses mesmos autores verificaram que, quando o pigmento está

disperso em óleo vegetal, seja armazenado em freezer ou em temperatura

ambiente, a degradação foi menor do que na forma de pó.

Portanto, a estabilidade dos pigmentos durante o armazenamento é influenciada

pela proteção ou não à luz, e pela temperatura. Além disso, também é

influenciada pela forma de armazenamento.

Nesse sentido, Balaswamy et al (2006) estudaram a perda da bixina em corante

na forma de pó e na forma de oleoresina, armazenado por 360 dias em diferentes

combinações de temperatura e de luz. Os resultados de fração mássica perdida de

bixina estão descritos na Tabela 07.

Tabela 07 - Fração mássica perdida de bixina

Fração perdida

Condições de armazenamento

Pó Oleoresina

Escuro - geladeira

0,229 0,011

Escuro – ambiente

0,542 0,082

Luz - ambiente

0,600 0,136

Esses pesquisadores observaram que a estabilidade do corante é muito menor na

forma de pó do que na de oleoresina, em todas as combinações testadas.

Verificaram ainda que a luz e a temperatura são fatores importantes também. Os

resultados obtidos nos laboratórios da EEM, neste trabalho, estão perfeitamente

compatíveis com os desses pesquisadores.

Hong et al. (1995) verificaram, em ensaios com queijos adicionados de pigmentos

de urucum, que a estabilidade da cor depende também do pH, além da

temperatura e da luz. Krishnamurty e Giridhar (1979) obtiveram resultados

concordantes, aplicando pigmentos de urucum em outros produtos como o

catchup. Gloria et al (1995), estudando em sistemas modelo, observaram que a

estabilidade da bixina é afetada também pela atividade de água, sendo mais

estável em valores de atividade de água intermediários e altos.

Além sementes ou de extratos oleosos, os pigmentos podem ser armazenados

também na forma encapsulada. São vários os trabalhos publicados na literatura

científica apresentando resultados nesse sentido. Barbosa et al (2005), por

exemplo, estudaram o efeito da luz na estabilidade da bixina encapsulada com

diferentes polissacarídeos, concluindo que a luz é um fator importante, pois

promove a degradação da bixina, e que a encapsulação protege o pigmento da

fotodegradação. Nesse sentido, também Prentice-Hernandez e Rusig (1999)

avaliaram o efeito da luz na fotodecomposição de extrato de bixina

microencapsulada, verificando que, na presença da luz, após 30 dias de

armazenamento, o percentual residual de pigmentos foi de 17,87% na forma

encapsulada e de 1,69 % na forma livre. Já na forma encapsulada e na ausência

de luz, o percentual residual foi de 96%.

Os resultados obtidos neste trabalho, quanto à influência da luz na degradação

dos pigmentos de sementes de urucum, estão de acordo com o que já foi relatado

pelos autores já citados e também por outros, dentre os quais incluem-se

Carvalho et al. (1993(a)), Pimentel (1995), Ponte et al. (1999) e Fontana et al

(2000).

5.5

5.55.5

5.5 Avaliação da estabilidade dos pigmentos de

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de Avaliação da estabilidade dos pigmentos de

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum

sementes de urucumsementes de urucum

sementes de urucum, extraídos

, extraídos , extraídos

, extraídos

com acetona, armazenados a 35

com acetona, armazenados a 35 com acetona, armazenados a 35

com acetona, armazenados a 35

°°

C, em temperatura

C, em temperaturaC, em temperatura

C, em temperatura ambiente, em geladeira,

ambiente, em geladeira, ambiente, em geladeira,

ambiente, em geladeira,

e em freezer.

e em freezer.e em freezer.

e em freezer.

Foram extraídos com acetona, os pigmentos totais das sementes de urucum. As

soluções foram armazenadas em freezer, protegidas da luz. Na 12ª semana de

armazenamento, como os pigmentos se mantiveram na mesma concentração, as

soluções foram dividas em três partes. Uma parte foi armazenada em

temperatura ambiente, outra em geladeira, ambas protegidas da luz e a terceira

foi armazenada a 35

C, sob luz fluorescente. Os resultados estão apresentados na

Tabela 08.

Tabela 08 - Teores médios de pigmentos totais diluídos em acetona,

armazenados.

Teor médio (%)

Freezer Geladeira Ambiente 35

Período

(meses)

Escuro Escuro Escuro Luz

0 4,04 - - -

1 3,99 - - -

2 4,02 - - -

3 4,00 4,0 4,0 4,0

4 4,02 4,0 3,8 3,7

5 4,02 3,9 3,7 3,5

Observa-se que as amostras armazenadas em freezer, protegidas da luz, não

apresentaram degradação significativa durante o período experimental de 20

semanas. Já os pigmentos que foram retirados da condição original passaram a

apresentar degradação. A solução que apresentou maior degradação foi a

submetida a 35

C, na presença da luz, seguida pela solução armazenada a

temperatura ambiente e depois, pela armazenada em geladeira.

Esses resultados estão compatíveis com os obtidos com o extrato oleoso e as

sementes moídas, no que se refere à relação entre a temperatura e a ordem de

degradação. Entretanto, os percentuais residuais durante o armazenamento são

diferentes.

Como o armazenamento em freezer não promoveu qualquer perda, os resultados

sugerem que as amostras diluídas em acetona que permanecerem em

temperatura de freezer e protegidas da luz poderão ser reaproveitadas para

análise laboratorial e posterior comprovação de resultados obtidos quando o

intervalo para repetição da leitura espectrofotométrica das mesmas amostras for

de até 20 semanas.

Essas amostras também podem servir de parâmetro para medir a degradação do

mesmo lote de sementes “in natura” ou de extrato oleoso, estocados ao longo de

um período idêntico ao da fase experimental aqui citada.

Outra possibilidade é utilizar essas amostras para comparar extrações realizadas

por diferentes técnicos de diferentes instituições e empresas do ramo de corantes,

já que não houve perda significativa do teor, desde que essas comparações sejam

realizadas em períodos inferiores ao experimental aqui citado.

5.6

5.65.6

5.6 Avaliação da estabilidade dos pigmentos de

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de Avaliação da estabilidade dos pigmentos de

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum

sementes de urucumsementes de urucum

sementes de urucum em

em em

acetona, contendo

acetona, contendo acetona, contendo

acetona, contendo

αα

-tocoferol, sob luz fluorescente.

tocoferol, sob luz fluorescente.tocoferol, sob luz fluorescente.

tocoferol, sob luz fluorescente.

A Figura 36 ilustra o efeito da luz sobre soluções de pigmentos extraídos de

sementes de urucum e diluídos com acetona contendo 0,02% de

-tocoferol.

100

125

0 50 100 150 200 250 300

Tempo (min)

Pigmento residual (%)

Figura 36 - Degradação dos pigmentos sob luz fluorescente,

em temperatura ambiente, solubilizados em

acetona contendo α-tocoferol

O efeito protetor do

-tocoferol sobre os pigmentos expostos à luz ficou evidente

nesse experimento. Alguns trabalhos tentam explicar esse efeito. Segundo

Oliveira (2005), tocoferol, carotenóides e polifenóis são importantes bloqueadores

fisiológicos de radicais livres e, tanto os tocoferóis quanto o ácido ascórbico

apresentam atuações similares como antioxidantes. Esse pesquisador testou a

ação do BHA e do

-tocoferol na proteção da bixina conservada a -18

C, na

ausência da luz, observando que ambos apresentaram esse efeito.

Os resultados obtidos por Najar et al (1988) indicam ser esse o caminho.

Estudando efeitos de fatores diversos na estabilidade de extratos de urucum,

verificaram que a luz é o agente mais agressivo aos pigmentos dessa semente.

Testaram o palmitato de ascorbila como agente antioxidante e verificaram que

essa substância tem a capacidade de retardar o efeito destrutivo provocado pela

luz.

Haila et al (1996) estudaram o efeito do urucum e do

-tocoferol na oxidação de

triglicerídeos. Verificaram que o urucum e o

-tocoferol foram capazes de inibir a

formação de hidroperóxidos e que o

-tocoferol foi capaz de inibir a perda da cor

de licopeno e de luteina, sugerindo que o

-tocoferol teria efeito de retardar a

formação dos produtos de degradação dos carotenóides mencionados.

Nesse mesmo sentido, Gordon e Sotirios (2003) observaram que a norbixina

aumentou a ação antioxidante do α e δ tocoferol na conservação do óleo de oliva,

sugerindo que a presença do grupo carboxílico na molécula da norbixina poderia

contribuir para retardar a oxidação ao complexar íons metálicos pró-oxidantes e

que os carotenóides que contêm oxigênio como grupo polar são melhores

antioxidantes que aqueles hidrofóbicos.

6 CONCLUSÕES

CONCLUSÕESCONCLUSÕES

CONCLUSÕES

6.1

6.16.1

6.1 Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

Extração dos pigmentos do urucum, com diferentes solventes.

A acetona não apresentou diferença significativa quando comparada com o

clorofórmio como solvente para a extração dos pigmentos do urucum.

Considerando o grau de risco dos solventes estudados, a acetona é o solvente que

melhor substitui o clorofórmio em análises laboratoriais para obtenção da

porcentagem desses pigmentos, seguida pela metiletilcetona. Já com relação aos

demais solventes testados, os resultados demonstraram que, quando utilizados

isoladamente, a extração não é satisfatória.

6.2

6.26.2

6.2 Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

Cinética da degradação da bixina diluída em acetona, clorofórmio e

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescente

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescentemetiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescente

metiletilcetona, separadamente, sob a incidência de luz fluorescente

A velocidade de degradação decorrente da exposição à luz fluorescente varia

conforme o solvente em que estão solubilizados os pigmentos. A cinética de

degradação demonstrou que, dentre os três solventes analisados, a acetona é a

melhor opção para análises laboratoriais de sementes de urucum que requeiram

leituras espectrofotométricas, já que os pigmentos diluídos nesse solvente sofrem

degradação mais lenta sob o efeito da luz do que quando diluídos em clorofórmio

ou metiletilcetona. Sendo os pigmentos mais estáveis em acetona, as análises

realizadas com esse solvente tornam-se mais confiáveis no que se refere à

fotodegradação.

6.3

6.36.3

6.3 Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

Análise e degradação dos extratos oleosos de urucum armazenados sob

diferentes condições

diferentes condiçõesdiferentes condições

diferentes condições

Os extratos oleosos armazenados durante 4 meses, em 8 diferentes condições,

indicaram ser o freezer a melhor condição de temperatura de armazenamento.

Também se verificou que quanto maior a temperatura, menor o teor de

pigmentos. Já com relação à presença ou ausência do oxigênio do ar, excetuando-

se o ensaio realizado a 35 °C, não houve diferenças nas outras condições de

temperatura.

Quando se comparam os teores de pigmentos residuais nos extratos armazenados

em temperatura ambiente, protegidos da luz, com os armazenados a 35

C, sob

luz, verifica-se que a luz e a temperatura, conjuntamente, têm efeito na perda de

estabilidade dos pigmentos reforçando a hipótese de que esses dois fatores são

causas importantes da degradação dos pigmentos do urucum. Este fato pode ser

constatado nos percentuais de degradação que foram de 20,2% para os extratos

armazenados a 35 ºC, sob luz, e de 14% para aqueles em temperatura ambiente,

protegidos da luz.

6.4

6.46.4

6.4 Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas sob

Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas sob Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas sob

Análise da degradação das sementes de urucum moídas, armazenadas sob

diferentes condições

diferentes condiçõesdiferentes condições

diferentes condições

As sementes moídas de urucum armazenadas durante 4 meses, nas mesmas

condições a que foram submetidos os extratos oleosos indicaram que o oxigênio

não é um fator muito importante na estabilidade dos pigmentos das sementes

trituradas, durante o período de armazenamento estudado. Esses resultados

coincidem com os obtidos nos ensaios com os extratos oleosos. Também se

verificou que, assim como no extrato oleoso, quanto maior a temperatura, menor

o teor residual de pigmentos nas sementes.

Comparando os teores de pigmentos residuais nas sementes armazenadas em

temperatura ambiente, protegidas da luz, com as armazenadas a 35

C, sob luz,

verifica-se também, assim como no extrato oleoso, que a luz e a temperatura,

conjuntamente, têm acentuado efeito na perda de estabilidade dos pigmentos. Os

percentuais de degradação foram de 45,4% para as sementes armazenadas a 35

ªC, sob luz, e de 12,5% para aquelas em temperatura ambiente, protegidas da luz.

6.5

6.56.5

6.5 Avaliação da estabilidade dos pigmentos de

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de Avaliação da estabilidade dos pigmentos de

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum

sementes de urucumsementes de urucum

sementes de urucum, extraídos

, extraídos , extraídos

, extraídos

com acetona, armazenados

com acetona, armazenadoscom acetona, armazenados

com acetona, armazenados a 35

a 35 a 35

a 35

°°

C, em temperatura ambiente, em geladeira,

C, em temperatura ambiente, em geladeira, C, em temperatura ambiente, em geladeira,

C, em temperatura ambiente, em geladeira,

e em freezer.

e em freezer.e em freezer.

e em freezer.

Os pigmentos totais das sementes de urucum extraídos e solubilizados em

acetona, quando armazenados em freezer, protegidos da luz, não apresentaram

degradação significativa durante o período experimental de 20 semanas,

sugerindo que essas amostras poderão ser reaproveitadas para análise

laboratorial e posterior comprovação de resultados obtidos quando o intervalo

para repetição da leitura espectrofotométrica das mesmas for de até 20 semanas.

6.6

6.66.6

6.6 Ava

AvaAva

Avaliação da estabilidade dos pigmentos de

liação da estabilidade dos pigmentos de liação da estabilidade dos pigmentos de

liação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum

sementes de urucumsementes de urucum

sementes de urucum em

em em

acetona, contendo

acetona, contendo acetona, contendo

acetona, contendo

αα

-tocoferol, sob luz fluorescente.

tocoferol, sob luz fluorescente.tocoferol, sob luz fluorescente.

tocoferol, sob luz fluorescente.

A avaliação da estabilidade dos pigmentos de sementes de urucum em acetona,

contendo

-tocoferol, sob luz fluorescente evidenciou o efeito protetor que o

tocoferol exerce sobre os pigmentos nessas condições.

7 SUGESTÕES PARA TRABA

SUGESTÕES PARA TRABASUGESTÕES PARA TRABA

SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS

LHOS FUTUROSLHOS FUTUROS

LHOS FUTUROS

Estudo de efeitos de outros antioxidantes, tais como o BHA, BHT, TBHQ.

Estudo para identificar os compostos formados na fotodegradação dos

carotenóides do urucum.

Estudo mais aprofundado para verificar o efeito do oxigênio na degradação dos

pigmentos.

Delineamento experimental para quantificar o efeito da intensidade da luz,

temperatura, atividade de água e pressão de oxigênio na degradação dos

pigmentos do urucum.

REFERÊNCIAS

REFERÊNCIASREFERÊNCIAS

REFERÊNCIAS

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ToxFAQs™ for AcetoneToxFAQs™ for Acetone

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Light

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stabilitystability

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of spray of spray

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dried bixin encapsulated with different edible polysaccharide dried bixin encapsulated with different edible polysaccharide

dried bixin encapsulated with different edible polysaccharide

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Estudo da vidaEstudo da vida

Estudo da vida-

-de

dede

de-

-prateleira do corante (bixina)

prateleira do corante (bixina) prateleira do corante (bixina)

prateleira do corante (bixina)

extraído das sementes de urucum

extraído das sementes de urucum extraído das sementes de urucum

extraído das sementes de urucum

(Bixa orellana L.).

(Bixa orellana L.).(Bixa orellana L.).

(Bixa orellana L.).

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CARVALHO, P. R. N.; SILVA, M. G.; MOREIRA, C. G. C. Avaliação dos métodos

Avaliação dos métodos Avaliação dos métodos

Avaliação dos métodos

espectro

espectroespectro

espectrofotométricos de análise de sementes de urucum

fotométricos de análise de sementes de urucum fotométricos de análise de sementes de urucum

fotométricos de análise de sementes de urucum

(Bixa orellana L.).

(Bixa orellana L.).(Bixa orellana L.).

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pigmentos do urucum (

Bixa

Bixa Bixa

Bixa

orellana

orellanaorellana

orellana

) utilizando metodologia simplificada de extração.

) utilizando metodologia simplificada de extração.) utilizando metodologia simplificada de extração.

) utilizando metodologia simplificada de extração. Universidade Federal

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Determinação do teor de bixina em sementes do Determinação do teor de bixina em sementes do

Determinação do teor de bixina em sementes do

urucum

urucum urucum

urucum

(Bixa orellana L.)

(Bixa orellana L.)(Bixa orellana L.)

(Bixa orellana L.)

sob diferentes temperatur

sob diferentes temperatur sob diferentes temperatur

sob diferentes temperaturas.

as.as.

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Programa Interlaboratorial de Controle de Qualidade Programa Interlaboratorial de Controle de Qualidade

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Padronização de Métodos de Análise de Teor de Bixina em SPadronização de Métodos de Análise de Teor de Bixina em S

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Avaliação dos Métodos Analíticos para a Avaliação dos Métodos Analíticos para a

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Determinação de Bixina em Grãos de Urucum e

Determinação de Bixina em Grãos de Urucum e Determinação de Bixina em Grãos de Urucum e

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suas Correlaçõessuas Correlações

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Urucum; Estudo ColaborativoUrucum; Estudo Colaborativo

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104

APÊNDICES

APÊNDICESAPÊNDICES

APÊNDICES

APÊNDICE

APÊNDICEAPÊNDICE

APÊNDICE A

A A

A -

EXTRATOS DE ANNATTO

EXTRATOS DE ANNATTO EXTRATOS DE ANNATTO

EXTRATOS DE ANNATTO (BIXINA EXTRAÍDA COM

(BIXINA EXTRAÍDA COM(BIXINA EXTRAÍDA COM

(BIXINA EXTRAÍDA COM

SOLVENTE)

SOLVENTE)SOLVENTE)

SOLVENTE)

Este documento faz parte das especificações disponíveis no site da FAO/JECFA e foi transcrito para o idioma

português pelo autor desta dissertação de mestrado em 15 de agosto de 2006. Recomenda-se consulta ao site para

maiores informações e/ou busca de dados atualizados – (http://apps3.fao.org/jecfa).

Especificação elaborada durante a 67ª reunião do JECFA – Joint FAO/WHO Expert Committee on Food

Additives (2006) e publicada na FAO JECFA Monographs 3 (2006), substituindo as especificações da 61ª

reunião do JECFA (2003) e publicadas na FNP 52 Add 11 (2003) e no Combined Compendium of Food Additive

Specifications, FAO JECFA Monographs 1 (2005). Um ADI - Authorized Daily Intake (ingestão diária

autorizada) de 0 – 12 mg/kg bw (massa corporal) de bixina e um ADI de grupo de 0 – 0,6 mg/kg bw (massa

corporal) de norbixina e seus sais de sódio e potássio expressos como norbixina foram estabelecidos na 67ª

JECFA (2006). As substâncias corantes bixina e norbixina derivadas de extratos de annatto (bixina extraída com

solvente; norbixina extraída com solvente; bixina extraída por processo aquoso; norbixina extraída por processo

alcalino com precipitação ácida; e norbixina extraída por processo alcalino sem precipitação ácida) foram

incluídas nos ADIs para bixina e norbixina. Todos os ADIs anteriores para extratos de annatto foram revogados.

SINÔNIMOS: Annatto B, Orlean, Terre orellana, L. Orange, CI (1975) 75120 (Natural Orange 4), INS 160b

DEFINIÇÃO

 Bixina extraída com solvente é obtida pela remoção do pericarpo das sementes do urucuzeiro (Bixa orellana

L) com um ou mais dos seguintes solventes de grau alimentício: acetona, metanol, hexano, etanol, álcool

isopropílico, acetato de etila, álcool alcalino ou dióxido de carbono. O preparado resultante pode ser

acidificado, seguido da remoção do solvente, secagem e moagem.

 A bixina extraída com solvente contém vários constituintes coloridos; o componente determinante é a cis-

bixina, o constituinte secundário é a trans-bixina; também podem estar presentes produtos de degradação

térmica da bixina como resultado do processo.

 Produtos oferecidos à indústria alimentícia podem ser formulados com mensagens apropriadas de qualidade

grau alimentício.

Nome químico: cis-Bixin: Methyl (9-cis)-hydrogen-6,6’-diapo-

-carotenedioate

Número C.A.S.: cis-Bixin: 6983-79-5

Fórmula química: C

Fórmula estrutural:

Peso: 394.5

Especificação da análise: Não menos do que 85% de pigmento (expresso como bixina).

DESCRIÇÃO Pó cuja tonalidade varia entre marrom avermelhado escuro e vermelho-púrpura.

105

USO FUNCIONAL Corante

CARACTERÍSTICAS

IDENTIFICAÇÃO

Solubilidade (Vol.4): Insolúvel em água, pouco solúvel em etanol

Absorção UV/VIS (Vol.4): A amostra em acetona mostra absorbância máxima ao redor de 425, 457 e 487nm.

Cromatografia em

camada delgada: Ativar uma placa TLC (como exemplo, LK6D sílica gel 60 A (espessura da

camada: 250 µm, tamanho: 5 x 20 cm)) por 1 hora a 110 °. Preparar uma solução

5% da amostra em 95% de etanol e aplicar 10 µl à placa. Deixar secar e correr

usando uma mistura de n-butanol, metiletilcetona e amônia aquosa 10% (3:2:2 por

volume) até que o solvente tenha ascendido por volta de 10 cm. Deixar secar. A

bixina e a norbixina aparecem como manchas amarelas com valores R

aproximadamente 0,50 a 0,45 respectivamente. Pulverizar com uma solução de

nitrito de sódio 5% e depois com 0,5 mol/l de ácido sulfúrico. As manchas

descolorem imediatamente.

PUREZA

Solventes residuais (Vol.4): Acetona – não superior a 30 mg/kg

Metanol – não superior a 50 mg/kg

Hexano – não superior a 25 mg/kg

Etanol

Isopropanol não superior a 50 mg/kg, isoladamente ou combinado

Acetato etílico

Norbixina (Vol.4) não superior a 2,5% da substância corante total

Arsênico (Vol.4) não superior a 3 mg/kg.

Determinar utilizando uma técnica de Hidreto ICP-AES/AAS. Alternativamente,

determinar o arsênico utilizando o Método II do Teste de Limite de Arsênico. A

seleção do tamanho da amostra e o método de preparação da amostra podem ser

baseados nos princípios dos métodos descritos no Volume 4.

Chumbo (Vol.4) não superior a 2 mg/kg

Determinar utilizando uma técnica AAS ICP-AES apropriada ao nível específico. A

seleção do tamanho da amostra e o método de preparação da amostra podem ser

baseados nos princípios descritos no Volume 4.

Mercúrio (Vol.4) não superior a 1mg/ kg

Determinar por meio de absorção atômica usando a técnica de vapor frio.

Selecionar amostra de tamanho apropriado ao nível específico.

MÉTODO DE ANÁLISE

Proceder conforme indicado em Food Colours, Colouring Matters Content by Spectrophotometry (Vol. 4)

procedimento 2 (http://www.fao.org/ag/agn/jecfa-additives), usando 10 mL de tetrahidrofurano para dissolver a

amostra e acetona no lugar do ciclohexano. Medir a absorbância a A

max

por volta de 487 nm. Absorbância

específica

3090

106

APÊNDICE

APÊNDICEAPÊNDICE

APÊNDICE B

B B

EXTRATOS DE ANNATTO

EXTRATOS DE ANNATTO EXTRATOS DE ANNATTO

EXTRATOS DE ANNATTO (BIXINA EXTRAÍDA POR

(BIXINA EXTRAÍDA POR(BIXINA EXTRAÍDA POR

(BIXINA EXTRAÍDA POR

PROCESSO OLEOSO)

PROCESSO OLEOSO)PROCESSO OLEOSO)

PROCESSO OLEOSO)

Experimental

xperimentalxperimental

xperimental

Este documento faz parte das especificações disponíveis no site da FAO/JECFA e foi transcrito para o idioma

português pelo autor desta dissertação de mestrado em 15 de agosto de 2006. Recomenda-se consulta ao site para

maiores informações e/ou busca de dados atualizados – (http://apps3.fao.org/jecfa).

Especificação elaborada durante a 67ª reunião do JECFA – Joint FAO/WHO Expert Committee on Food

Additives (2006) e publicada na FAO JECFA Monographs 3 (2006), substituindo as especificações da 61ª

reunião do JECFA (2003) e publicadas na FNP 52 Add 11 (2003) e no Combined Compendium of Food Additive

Specifications, FAO JECFA Monographs 1 (2005). Devido à falta de dados sobre toxidade, nenhum ADI -

Authorized Daily Intake (ingestão diária autorizada) foi estabelecido na 67ª JECFA (2006). Todos os ADIs

anteriores para extratos de annatto foram revogados.

Foi solicitada informação sobre a caracterização química dos componentes não corantes dos produtos

comerciais.

Nota: As especificações experimentais serão revogadas a menos que a informação solicitada seja recebida até

final de 2008.

SINÔNIMOS: Annatto B, Orlean, Terre orellana, L. Orange, CI (1975) 75120 (Natural Orange 4), INS 160b

DEFINIÇÃO

• Sementes de urucuzeiro (Bixa orellana L) são friccionadas em óleo vegetal aquecido para remover o

pigmento do pericarpo das sementes. O óleo é peneirado para remover as sementes.

• A bixina extraída por processo oleoso contém vários constituintes coloridos; o componente determinante é a

cis-bixina, o constituinte secundário é a trans-bixina; também podem estar presentes produtos de degradação

térmica da bixina como resultado do processo.

• Produtos oferecidos à indústria alimentícia podem ser formulados com mensagens apropriadas de qualidade

grau alimentício.

Nome químico: cis-Bixin: Methyl (9-cis)-hydrogen-6,6’-diapo-

-carotenedioate

Número C.A.S.: cis-Bixin: 6983-79-5

Fórmula química: C

Fórmula estrutural:

Peso: 394.5

Especificação da análise: Não menos do que 10% de pigmento (expresso como bixina).

DESCRIÇÃO Óleo cuja tonalidade varia entre marrom avermelhado escuro e vermelho-púrpura.

USO FUNCIONAL Corante

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