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CARACTERIZAÇÃO FENOTÍPICA E MOLECULAR DE Phytophthora capsici DE
HORTALIÇAS E EXPRESSÃO E PROSPECÇÃO DA RESISTÊNCIA EM
Cucurbitaceae E Solanaceae
MILTON LUIZ DA PAZ LIMA
TESE DE DOUTORADO EM FITOPATOLOGIA
BRASÍLIA/DF
NOVEMBRO/2006
UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA
DEPARTAMENTO DE FITOPATOLOGIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM FITOPATOLOGIA
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CARACTERIZAÇÃO FENOTÍPICA E MOLECULAR DE Phytophthora capsici DE
HORTALIÇAS E EXPRESSÃO E PROSPECÇÃO DA RESISTÊNCIA EM
Cucurbitaceae E Solanaceae
MILTON LUIZ DA PAZ LIMA
BRASÍLIA/DF
NOVEMBRO/2006
UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA
DEPARTAMENTO DE FITOPATOLOGIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM FITOPATOLOGIA
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MILTON LUIZ DA PAZ LIMA
CARACTERIZAÇÃO FENOTÍPICA E MOLECULAR DE Phytophthora capsici DE
HORTALIÇAS E EXPRESSÃO E PROSPECÇÃO DA RESISTÊNCIA EM
Cucurbitaceae E Solanaceae
Aprovada em: 16 de novembro de 2006.
Prof. Adalberto Corrêa Café Filho, Ph.D.
(Orientador)
Ailton Reis, Dr.
Prof. José Ricardo Peixoto, Dr.
Prof. José Carmine Dianese, Ph.D.
Maria Esther de N. Fonseca Boiteux, Ph.D.
i
ii
DEDICO
Primeiramente a Deus,
A minha mãe Neiva da Silva Paz de Lima, meu pai Ailton
Rocha de Lima, meus irmãos Silvio e Gabriel.
A família Takiguti.
“In memorian” as minhas queridas avós Jovita e Adair.
A amizade sincera.
iii
"Mas buscai primeiro o seu reino e a sua justiça,
e todas as outras coisas vos serão acrescentadas." Mat. 6:33
iv
AGRADECIMENTOS
À Deus por sempre guiar-me por meus caminhos e estar a frente das minhas decisões;
Aos membros de minha família pelo incentivo, amor e carinho;
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pelo
apoio financeiro;
Às instituições federais Embrapa Hortaliças e Universidade de Brasília pela infra-
estrutura para desenvolvimento dos projetos de pesquisa;
Ao professor Adalberto Corrêa Café Filho, pela atenção, paciência, confiança, pelos
valiosos ensinamentos, críticas construtivas durante todas as etapas deste trabalho;
Ao pesquisador e amigo, Ailton Reis por sua orientação, amizade e respeito;
Ao Carlos Lopes pela amizade e admiração, o meu grande exemplo profissional, e pela
idéia e convite para desenvolvimento deste projeto de tese;
A todos os professores do Departamento de Fitopatologia: Adalberto Corrêa Café
Filho, Carlos H. Uesugi, Cláudia Renata F. Martins, Cláudio L. Costa, Denise V.R. Santiago,
José C. Dianese, Juvenil E. Cares, Luiz B. Blum, Marisa A.S.V. Ferreira, Mariza Sanchez,
Renato de O. Resende, e “in memorian” a Shiou P. Huang, por muito contribuírem para a
minha formação intelectual, profissional e pessoal;
A Caroline Demo pelo amor e carinho sempre presentes.
A Alexandre M. Vargas pelo valioso auxílio em alguns experimentos de campo.
A Neusa Nogueira e Edna Dora N. Luz por ceder isolados de Phytophthora.
A todos os técnicos e funcionários dos Laboratórios de Fitopatologia da Embrapa
Hortaliças e UnB, aos funcionários da Estação Experimental de Biologia, em especial pela
colaboração de Francisca de O. Souza, José César, Joaquim Olímpio e Antônio Olímpio.
A minha segunda família representada por Mauro Tadashi Takiguti, Dagmar Takiguti,
Kessagi Takiguti e Fumie Onose Takiguti, Koiti Cláudio Takiguti, Mitsue Yoshioka, Kelly
Isumi Takiguti e Cláudio Takiguti;
v
A Gilmar Henz pelas conversas amigas, pelo bom humor e sugestões;
A Maria Esther N. Fonseca e Leonardo S. Boiteux por me aceitarem no Laboratório de
Melhoramento de Plantas da Embrapa Hortaliças, como também na orientação nos trabalhos
de extração, seqüenciamento e análise do DNA dos isolados e estudos de resistência em
Cucurbita e Lycopersicon.
A Patrícia Silva pelo auxílio durante o treinamento de caracterização molecular;
À Leilah Neme e Celso Eduardo Pedroso, amigos que me apoiaram e estiveram
presentes em momentos difíceis;
Ao amigo Joilson Sodré Filho, pela amizade sempre presente, nas horas difíceis.
Ao amigo Wellington Abreu, pela amizade, entusiasmo e companheirismo.
A Clélia Lúcia grande amiga e que me auxiliou compreender e ultrapassar
determinadas etapas da minha vida;
A Eliana Rocha e Rogério, por sempre valorizarem qualidades individuais e pessoais;
A Ribamar Frazão e Leila Santos, pela amizade, companheirismo e compreensão;
A Zuleide e Ângela Chaves por auxiliarem direta ou indiretamente no
desenvolvimento deste trabalho;
A Sâmara Belém Costa, grande mulher, guerreira e amiga, que aprendi a admirar.
Aos amigos sempre presentes durante a pós-graduação: Ana Angélica, Alexei Dianese,
Ângela Sathiko, Carlos Augusto, Ednalva Andrade, Andreza Tomé, Celso K. Tomita, Cleide,
Denize Martins, Denise Dornelo, Dílson Costa, Dinaélia, Eiko Mori, Érico Dianese, Eliane
Divina, Fernanda Carrijo, Gesimara Costa, Genildo Santos, German Chiavera, Gil Rodrigues,
Giovana T. Arruda, Harley Sales, Luiz, Lenisa Vilas Boas, Loislene Trindade, Mariana
Hallwass, Maricília Arruda, Marlos Rodrigues Santos, Michele S. F. André, Péricles de A.
Melo Filho, Renata C. Chaves, Rita de Cássia Carvalho, Valdir Correa, Vânia Moreira
Freitas; em especial reforço meu apreço pelo incessante apoio e ajuda a mim dedicados por
Rita, Ednalva, Giovana, Andreza e Fernanda Carrijo.
vi
SUMÁRIO
AGRADECIMENTOS.............................................................................................................. IV
LISTA DE TABELAS ........................................................................................................... VIII
LISTA DE FIGURAS ............................................................................................................... XI
LISTA DE ANEXOS ............................................................................................................. XIII
RESUMO GERAL DA TESE..................................................................................................... 1
THESIS ABSTRACT.................................................................................................................. 4
INTRODUÇÃO GERAL ............................................................................................................
7
REVISÃO DE LITERATURA .................................................................................................
13
OS HOSPEDEIROS: ............................................................................................................. 13
A DOENÇA ........................................................................................................................... 15
O PATÓGENO ...................................................................................................................... 18
Taxonomia e classificação de Phytophthora.....................................................................19
Mudanças e evolução na taxonomia de P. capsici.............................................................25
Diversidade genética e mudanças na taxonomia de Phytophthora capsici .......................27
Complexos de espécies que ocorrem nas hospedeiras de P. capsici no Brasil..................28
Complexos de espécies que ocorrem nas hospedeiras de P. capsici no mundo ................29
Caracterização fenotípica e molecular de isolados de Phytophthora capsici....................31
Caracterização morfológica ...............................................................................................33
Caracterização de grupos de compatibilidade....................................................................33
Sensibilidade a Metalaxil...................................................................................................34
Agressividade, patogenicidade e virulência de isolados....................................................36
Caracterização Molecular ..................................................................................................40
Marcadores rDNA nuclear.................................................................................................
43
CONCEITOS DE PATOGENICIDADE, AGRESSIVIDADE, VIRULÊNCIA, PERÍODO
DE LATÊNCIA E DE INCUBAÇÃO................................................................................... 44
RESISTÊNCIA EM CAPSICUM, LYCOPERSICON E CUCURBITA.................................
45
Estudos de Resistência à P. capsici em pimentão..............................................................47
Estudos de Resistência a P. capsici em Tomate (Lycopersicon spp.) ...............................
49
Estudos de Resistência a P. capsici em Abóboras (Cucurbita spp.) .................................
49
CAPÍTULO 1 ............................................................................................................................ 60
RESUMO DO CAPÍTULO 1................................................................................................. 61
ABSTRACT:.......................................................................................................................... 63
1.1. INTRODUÇÃO .............................................................................................................. 65
1.2. MATERIAIS E MÉTODOS ........................................................................................... 68
1.2.0. Isolados de Phytophthora spp..................................................................................68
1.2.1. Caracterização morfológica e fisiológica.................................................................68
1.2.2. Identificação de grupos de compatibilidade ............................................................70
1.2.3 Resistência a metalaxil..............................................................................................70
1.2.4. Avaliação da patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados. ..................71
1.2.5 CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR UTILIZANDO SEQÜENCIAMENTO DA
REGIÃO ITS 1, 5.8 S E ITS 2 DO RDNA............................................................................ 74
1.3. RESULTADOS............................................................................................................... 79
vii
1.3.1. Caracterização morfológica e fisiológica.................................................................79
1.3.2 Identificação de grupos de compatibilidade .............................................................93
1.3.3 Identificação de grupos de resistência a metalaxil....................................................95
1.3.4 Patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados........................................100
1.3.5. Caracterização molecular utilizando seqüenciamento da região ITS 1, 5.8S e ITS 2
do rDNA. .........................................................................................................................114
1.3.5. Caracterização molecular utilizando seqüenciamento da região ITS 1, 5.8S e ITS 2
do rDNA. .........................................................................................................................114
1.4. DISCUSSÃO.................................................................................................................
125
1.4.1. Caracterização morfológica e fisiológica...............................................................
125
1.4.2. Identificação de grupos de compatibilidade ..........................................................127
1.4.3. Identificação de grupos de resistência a metalaxil.................................................129
1.4.4. Patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados.......................................130
1.4.5 Caracterização molecular utilizando seqüenciamento da região ITS 1, 5.8S e ITS do
rDNA. ..............................................................................................................................134
1.6. LITERATURA CITADA.............................................................................................. 137
CAPÍTULO 2 .......................................................................................................................... 146
RESUMO DO CAPÍTULO 2............................................................................................... 147
ABSTRACT.........................................................................................................................
149
2.1 INTRODUÇÃO.................................................................................................................
151
2.2 MATERIAL E MÉTODOS............................................................................................... 155
2.2.0 Produção de inóculo e inoculação...........................................................................155
2.2.1. Reação de genótipos de Lycopersicon spp. à Phytophthora capsici .....................155
2.2.2 Reação de genótipos de Cucurbita spp. a P. capsici ..............................................156
2.2.3. Reação de genótipos de melão (Cucumis melo) a P. capsici.................................157
2.2.4 Efeito da idade de plantas em cultivares comerciais de cucurbitáceas e solanáceas na
resistência a P. capsici.....................................................................................................157
2.2.5. Círculo de hospedeiros pertencentes às famílias Cucurbitaceae e Solanaceae.....158
2.3. RESULTADOS ................................................................................................................ 159
2.3.1. Reação de genótipos de Lycopersicon spp. à Phytophthora capsici. ....................
159
2.3.2 Reação de genótipos de Cucurbita spp. a Phytophthora capsici............................
172
2.3.3. Reação de genótipos de melão (Cucumis melo) a Phytophthora capsici. .............
186
2.3.4. Efeito da idade da planta em genótipos comerciais de cucurbitáceas e solanáceas na
resistência a Phytophthora capsici...................................................................................
188
2.4 DISCUSSÃO..................................................................................................................... 198
2.4.1. Reação de genótipos de Lycopersicon spp. a Phytophthora capsici .....................198
2.4.2 Reação de genótipos de Cucurbita spp. à P. capsici..............................................199
2.4.3. Reação de genótipos de melão (Cucumis melo) a P. capsici.................................200
2.4.4 Efeito da idade da planta em cultivares comerciais de cucurbitáceas e solanáceas na
resistência a P. capsici.....................................................................................................201
2.4.5. Círculo de hospedeiros pertencentes às famílias Cucurbitaceae e Solanaceae.....202
2.6 LITERATURA CITADA:.................................................................................................
206
viii
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Dimensões (µm) de estruturas assexuais e sexuais de Phytophthora capsici,
descritas por diferentes autores..........................................................................................24
Tabela 1.1. Características dos isolados de Phytophthora capsici utilizados na caracterização e
estudos de filogenia molecular.*........................................................................................77
Tabela 1.2. Distribuição da freqüência relativa (%) das amplitudes dos comprimentos do
pedicelo dos diferentes isolados e suas hospedeiras..........................................................
84
Tabela 1.3. Porcentagem de incidência dos formatos dos esporângios de diferentes isolados
Phytophthora capsici oriundos de pimentão. ....................................................................87
Tabela 1.4. Padrão morfológico das colônias e tipo de micélio dos isolados de Phythophthora
capsici. ...............................................................................................................................89
Tabela 1.5. Progresso do crescimento micelial expresso pela área abaixo da curva de
crescimento micelial (AACCM) e taxa de crescimento de isolados de Phytophthora em
meio suco de tomate (St)....................................................................................................
90
Tabela 1.6. Distribuição por hospedeiro do número de isolados em grupos de compatibilidade
nos estados brasileiros. ......................................................................................................94
Tabela 1.7. Sensibilidade de isolados de Phytophthora a metalaxil expressa pela porcentagem
de crescimento (% Cresc.) em meio de cultura contendo 100 ppm de metalaxil,
comparado ao meio testemunha sem o fungicida e pelo EC
50
(concentração do produto
capaz de inibir 50 % do crescimento) e classificação da sensibilidade segundo três
critérios (Cr1, Cr2 e Cr3) diferentes de classificação (S- sensível, I-intermediário e R-
resistente)...........................................................................................................................98
Tabela 1.8. Área abaixo da curva de progresso da lesão (AACPL) em frutos verdes de
pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a agressividade no
primeiro lote de avaliação................................................................................................101
Tabela 1.9. Área abaixo da curva de progresso do comprimento da lesão (AACPL) em frutos
verdes de pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a agressividade
no segundo lote de avaliação. ..........................................................................................
102
Tabela 1.10. Área abaixo da curva de progresso do comprimento lesão (AACPL) em frutos
verdes de pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a agressividade
no terceiro lote de avaliação. ...........................................................................................103
Tabela 1.11. Área abaixo da curva de progresso do comprimento da lesão (AACPL) em frutos
verdes de pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a agressividade
no quarto lote de avaliação. .............................................................................................105
Tabela 1.12. Área abaixo da curva de progresso do comprimento da lesão (AACPL) em frutos
verdes de pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a agressividade
no quinto lote de avaliação. .............................................................................................106
ix
Tabela 1.13. Médias de incidência e severidade transformados dos isolados inoculados em
genótipos resistentes, intermediários e suscetíveis de Capsicum annuum e Lycopersicon
esculentum. ......................................................................................................................109
Tabela 1.14. Médias da incidência e severidade transformadas (log (x+10)) dos genótipos de
Capsicum annuum e Lycopersicon spp............................................................................111
Tabela 1.15. Incidência de murcha de fitóftora (valores originais) causada pelos isolados de
pimentão, berinjela, tomate, pimenta e cacau em cultivares de tomate e pimentão aos seis
dias após a inoculação......................................................................................................112
Tabela 1.16. Severidade de murcha de fitóftora (valores originais) causada pelos isolados de
pimentão, berinjela, tomate, pimenta e cacau em cultivares de tomate e pimentão aos seis
dias após a inoculação......................................................................................................
112
Tabela 1.17. Agrupamento de sequências idênticas via alinhamento pelo método Clustal. ..114
Tabela 1.18. Agrupamentos e sub-agrupamentos de seqüências do final da região 5,8S e
região ITS 2 de isolados de Phytophthora analisados e dos isolados do Gene Bank......
116
Tabela 1.19. Resumo dos caracteres morfológicos, biológicos e moleculares dos isolados de
Phytophthora analisados*................................................................................................121
Tabela 2.1. Suscetibilidade do primeiro lote de avaliação de genótipos de Lycopersicon spp ao
grupo de compatibilidade A1 e A2. .................................................................................159
Tabela 2.2. Distribuição dos genótipos de Lycopersicon nos grupos de reação inoculados com
isolados de grupo de compatibilidade A1 e A2 no lote 1. ...............................................161
Tabela 2.3. Distribuição das espécies de Lycopersicon e outras plantas incorporadas no
estudo, nos grupos de reação quando inoculados com o grupo de compatibilidade A1 e A2
no lote 1*. ........................................................................................................................163
Tabela 2.4. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Lycopersicon inoculados com isolados pertencentes ao grupo de compatibilidade A1 e A2
pertencentes no segundo lote. ..........................................................................................
165
Tabela 2.5. Distribuição dos genótipos nos grupos de reação inoculados com isolados de
grupo de compatibilidade A1 e A2 de P. capsici no segundo lote de avaliação. ............168
Tabela 2.6. Distribuição das espécies de Lycopersicon e outras plantas incorporadas no
estudo, nos grupos de reação quando inoculados com o grupo de compatibilidade A1 e A2
no segundo lote de avaliação*. ........................................................................................170
Tabela 2.7. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Cucurbita maxima e C. moschata inoculados com isolados de P. capsici pertencentes ao
grupo de compatibilidade A1 e A2 pertencentes no primeiro lote. .................................172
Tabela 2.8. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Cucurbita maxima e C. moschata inoculados com isolado pertencente ao grupo de
compatibilidade A1 no segundo lote de avaliação...........................................................175
x
Tabela 2.9. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Cucurbita maxima e C. moschata inoculados com isolados pertencentes ao grupo de
compatibilidade A1 e A2 pertencentes no terceiro lote...................................................178
Tabela 2.10. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Cucurbita maxima e C. moschata inoculados com isolado pertencente ao grupo de
compatibilidade A1 no quarto lote de avaliação..............................................................180
Tabela 2.11. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
melão (Cucumis melo) inoculados com isolado pertencente ao grupo de compatibilidade
A1.....................................................................................................................................
186
Tabela 2.12. Médias da incidência transformada de P. capsici da doença avaliada entre
genótipos comerciais de cucurbitáceas e solanáceas. ......................................................190
Tabela 2.13. Classificação dos genótipos comerciais de cucurbitáceas e solanáceas inoculados
com P. capsici em grupos de reação nos diferentes estádios fenológicos (dap – dias após o
plantio).............................................................................................................................
193
Tabela 2.14. Progresso da incidência da doença, graus de reação e classificação dos acessos
de cucurbitáceas e solanáceas quanto à suscetibilidade a P. capsici*.............................195
xi
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Centros de origens das principais hortaliças incluindo aquelas que podem ser
infectadas por P. capsici (Editado e Adaptado de California Agriculture). ......................15
Figura 2. Estruturas assexuais de Phytophthora capsici. A. Emissão de emaranhado do
esporângióforos após infecção na superfície de frutos de pimentão em microscópio
estereoscópico. B. Detalhe da emissão de esporangióforo (seta). C. Proliferação simpodial
do esporangióforo vista em microscópio estereoscópico; D. Esporângióforos com
proliferação simpodial e esporângios visto em contraste de fase; E. Esporângios papilados
(seta); F. Clamidósporo encontrado no isolado Pcp 3; G. Esporangióforo e esporângio; H.
Esporângios em início de diferenciação dos zoósporos; I. Esporângio rompido antes da
maturação completa do zoósporos.; J. zoósporo encistado formando tubo germinativo
bifurcado (seta); K. esporângio bipapilado........................................................................
23
Figura 3. Sintomatologia de um isolado de Phytophthora (Pcp 65) em frutos de hortaliças aos
6 dias após a inoculação (dai). A. pimentão, B. abóbora, C. berinjela, D. tomate, E.
pepino, F. chuchu, G. cenoura, H. jiló, I. maçã. ................................................................39
Figura 4. Esquema dos três genes do rDNA e regiões de espaçamento interno (ITS) e
intergênicas (IGS), e as setas representam primers universais que amplificam regiões
codificantes e não codificantes (White et al., 1990)..........................................................44
Figura 1.1. Distribuição de freqüência de comprimento (C), largura (L) e relação C:L entre 72
isolados de Phytophthora oriundos de hortaliças. .............................................................81
Figura 1.2. Médias + desvios padrões da profundidade de papila dos isolados de P. capsici
oriundos de pimentão, tomate, abóboras, berinjela, jiló e um pertencente ao P. nicotianae
(Phyt. Nicot).......................................................................................................................82
Figura 1.3. Médias + desvios padrões do comprimento do pedicelo de isolados de
Phytopththora capsici.*.....................................................................................................83
Figura 1.4. Médias + desvio padrão do diâmetro (D) do oogônio de isolados de pimentão,
tomate e abóbora................................................................................................................86
Figura 1.5. Distribuição dos grupos de compatibilidade de 104 isolados de Phytophthora por
hospedeira de origem.........................................................................................................93
Figura 1.6. Distribuição de freqüência das amplitudes das porcentagens de crescimento de 92
isolados de Phytophthora capsici após seis dias de incubação em meio de cultura
contendo 100 ppm de metalaxil.........................................................................................
96
Figura 1.7. Distribuição de freqüência das amplitudes das porcentagens de crescimento de 92
isolados de Phytophthora capisici após seis dias de incubação em meio de cultura
contendo 10 ppm de metalaxil...........................................................................................96
Figura 1.8. Progresso do comprimento da lesão (mm) dos isolados com maiores e menores
áreas abaixo da curva de progresso da lesão (AACPL) nos cinco lotes de avaliação. ....
108
Figura 1.9. Médias de incidência e severidade nos genótipos de Capsicum annuum e
Lycopersicon spp (TS-tomate suscetível, TI-tomate intermediário, TR-tomate resistente,
PS-pimentão suscetível e PR-pimentão resistente)..........................................................110
xii
Figura 1.10. Gel de agarose do produto de PCR de alguns isolados de Phytophthora e alguns
outros gêneros fúngicos analisados, utilizando os primers universais ITS 4 e ITS 6 do
rDNA. ..............................................................................................................................118
Figura 1.11. Agrupamento de isolados de Phytophthora de hortaliças baseado no alinhamento
da porção final do gene 5,8S e a região ITS 2 pelo método Clustal................................119
Figura 1.12. Consenso de 1000 árvores obtidas por parsimônia e baseada na sequência das
regiões ITS 1 e 2 e o gene 5,8 S (A porcentagem após 1000 repetições pelo método
Bootstrap é dada em cada clade)......................................................................................120
Figura 2.1. Distribuição de freqüência da reação de genótipos de Cucurbitaceae nos diferentes
lotes de avaliação. A. primeiro lote, B. segundo lote, C. terceiro lote e D. quarto lote...
185
Figura 2.2. Médias da incidência (transformada por log x+10) de P. capsici em todos os
genótipos avaliados nos estádios de crescimento. ...........................................................189
Figura 2.3. Médias da incidência transformada (log x+10)dos genótipos comerciais de
solanáceas e cucurbitáceas pertencentes às quatro idades de plantio (10, 20, 30 e 40 dap),
inoculados com Phytophthora capsici.............................................................................191
Figura 2.4. Dendrograma de agrupamento dos genótipos inoculados com P. capsici em
diferentes dias após o plantio, avaliados a partir do segundo dia após a inoculação.......192
Figura 2.5. Sintomatologia de novas hospedeiras por P. capsici. A. e B. Maria pretinha C. e
D. Tomate de árvore, E. Croá, F. Jurubeba Bahiana G. Pimenta Cumari. ......................197
xiii
LISTA DE ANEXOS
Anexo 1.1 Comprimento (C), largura (L) e relação C/L dos esporângios de isolados de
Phytophththora oriundos de pimentão, tomate, abóbora, berinjela, jiló, cacau, mandioca e
seringueira (médias + desvio padrão). .............................................................................141
Anexo 1.2. Médias (valores originais) do comprimento (µm), largura (µm) e relação C:L de
isolados de Phytophthora*...............................................................................................142
Anexo 1.3. Profundidade da papila de alguns isolados de Phytophthora. .............................144
Anexo 1.4. Médias do comprimento do pedicelo dos esporângios de Phytophthora. ...........145
Anexo 1.5. Comparação das médias dos diâmetros dos oósporos de isolados de tomate
pimentão e abóbora..........................................................................................................145
1
RESUMO GERAL DA TESE
Caracterização fenotípica e molecular de isolados de Phytophthora capsici de hortaliças e
expressão e prospecção da resistência em Cucurbitaceae e Solanaceae.
Este trabalho descreve: (a) a diversidade de isolados brasileiros de Phytophthora de
hortaliças usando-se marcadores fenotípicos e moleculares, e (b) a distribuição e identificação
de resistência em Lycopersicon spp., Cucurbita spp. e Cucumis melo. Determinou-se ainda o
efeito do estádio fenológico na expressão da resistência e identificaram-se novas hospedeiras.
Na primeira parte do trabalho, a partir de uma coleção de 193 isolados de pimentão, tomate,
abóbora, berinjela, jiló, cacau, pimenta-do-reino e seringueira, coletados nas cinco regiões
geográficas do Brasil, fez-se a caracterização morfológica das estruturas sexuais e assexuais
dos isolados, identificação do grupo de compatibilidade, identificação da resistência a
metalaxil, avaliação da patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados em frutos de
pimentão e em plântulas de Capsicum annuum e Lycopersicon spp., bem como o
seqüenciamento das regiões ITS e do gene 5.8S. O esporângio de todos os isolados estudados
variou de piriforme clavado a limoniforme. O comprimento do pedicelo foi de 38 a 45 µm e
as colônias mostraram-se estelares a rosiformes. A caracterização morfológica e fisiológica
dos isolados demonstrou padrões consistentes para a espécie P. capsici, com alguns isolados
diferenciados. O grupo de compatibilidade predominante na coleção foi o A1. O grupo de
compatibilidade A2 foi mais freqüente na região Sul do Brasil. Os resultados indicaram que
no Brasil não é comum o cruzamento sexual em P. capsici. A maioria dos isolados mostrou-se
sensível a metalaxil em baixas doses. A concentração efetiva média capaz de inibir o
crescimento em 50% foi de 1,39 µg.mL
-1
para o isolados classificados como sensíveis e 15,08
µg.mL
-1
para os isolados considerados de sensibilidade intermediária a metalaxil. Nenhum
isolado foi classificado como resistente. É possível que isto se deva ao fato de que no Brasil
metalaxil não venha sendo utilizado tão intensamente para controle de oomicetos como em
outros países. Isolados da região Sul apresentaram-se como menos sensíveis a metalaxil.
2
Todos os isolados analisados foram patogênicos em frutos de pimentão, mas alguns isolados
como os de seringueira mostraram sintomas menos severos. A agressividade em frutos de
pimentão não foi um indicador da especificidade do isolado ao hospedeiro de origem. Todos
os isolados inoculados foram virulentos em plântulas de pimentão, contudo apresentaram
agressividades variáveis. Os isolados estudados foram altamente agressivos aos genótipos de
tomate incluindo isolados oriundos de pimentão. O isolado oriundo de pimenta-do-reino (Pci
8) foi virulento em plântulas de pimentão e tomate, contudo sua agressividade foi menor que a
dos demais. Os resultados do seqüênciamento da região ITS 2 confirmaram dados
morfológicos, separando os isolados em três grupos: 1) P. capsici, 2) P. nicotianae e 3) P.
tropicalis. A homologia de seqüências e a análise filogenética apoiou a separação de P.
tropicalis, P. nicotianae e P. capsici, com a grande maioria classificada como P. capsici.
Todas as espécies são consideradas causadoras de podridão do colo e frutos em hortaliças e a
expressão da patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados ocorreu de forma
diferenciada em frutos e plântulas.
Na segunda parte do trabalho, 152 genótipos de Lycopersicon, 376 genótipos de
Cucurbita e 74 genótipos de C. melo foram inoculados com dois isolados de P. capsici dos
grupos de compatibilidade A1 e A2, pela deposição de 3 mL de suspensão de zoósporos na
concentração de 5.10
4
no colo das plântulas. Foi avaliada a incidência da doença em três
períodos de leitura. Em outros experimentos foram analisadas as reações de 41 cultivares
comerciais de Cucurbita, Citrullus lanatus, C. melo, Lycopersicon e Capsicum annuum
inoculadas com P. capsici aos 10, 20, 30 e 40 dias de idade. Por fim, foi analisada a
suscetibilidade de 19 acessos de cucurbitáceas e solanáceas nativas quanto a um isolado de P.
capsici. Observou-se a reação diferencial dos genótipos de Lycopersicon e Cucurbita aos
isolados pertencentes aos dois grupos de compatibilidade de P. capsici. A reação de
Lycopersicon a P. capsici foi separada por espécie com maior freqüência de suscetíveis nos
acessos de L. peruvianum e a resistência nos acessos de L. esculentum. Não foram detectados
3
níveis adequados de resistência nos acessos de Cucurbita. Aparentemente a expressão da
resistência a P. capsici em genótipos de abóboras é mais influenciada pelo ambiente. Dentre
as espécies de cucurbitáceas avaliadas, o gênero Cucumis apresentou maior freqüência de
genótipos resistentes que Cucurbita. Entre as três espécies de Cucurbita avaliadas, C.
moschata apresentou maior número de genótipos resistentes (R). O período mais crítico para
infecção de P. capsici em genótipos de pimentão, tomate, abóbora, melancia e melão foi de 10
a 15 dias após o plantio. Inoculados 10 dias após o plantio (dap) os genótipos comerciais de
cucurbitáceas e solanáceas tiveram em sua maioria classificação no grupo Suscetível-S (69%);
aos 20 dap a resistência distribuiu-se entre as classes R (40%) e S (44%); por fim, a partir dos
30 dias, 56% dos genótipos foram classificados como R à P. capsici. As novas hospedeiras
classificadas como suscetíveis à inoculação artificial de P. capsici foram Sicana odorifera
(Croá), Nicandra physaloides (fisalis), Capsicum praetermissum (pimenta cumari),
Cyphomandra betacea (tomate de árvore), Solanum paniculatum (jurubeba bahiana) e
Solanum americanum (Maria pretinha).
Palavras-chaves: caracterização, diversidade, murcha de fitofitora, abóbora, pimentão,
tomate, Capsicum annuum, Lycopersicon spp., Cucurbita moschata, C. maxima, Cucumis
melo, C. pepo, resistência genética.
4
THESIS ABSTRACT
Phenotypic and molecular characterization of Phytophthora capsici from vegetable crops
and search and expression of genetic resistance in Cucurbitaceae and Solanaceae
This thesis describes (a) the diversity of Phytophthora isolates from vegetable crops in
Brazil using phenotypic and molecular markers, and (b) the distribution and identification of
resistance in Lycopersicon spp., Cucurbita spp. and Cucumis melo. In addition, the effect of
plant phenology on the expression of host genetic resistance was studied, and finally, new
hosts were identified. Characterization studies were conducted in a collection of 193 isolates
from Capsicum annuum, Lycopersicon esculentum, Cucurbita spp., Solanum melongena,
Solanum gilo, Piper nigrum, Theobroma cacao and Hevea brasilensis collected from widely
separated geographic areas in Brazil. The morphology and morphometrics of sexual and
assexual structures, compatibility group, metalaxyl resistance, pathogenicity, aggressiviness
and virulence to sweet pepper fruits and to sweet pepper and tomato plantlets were studied,
and compared to molecular data derived from the sequencing of ITS region and the 5.8S gene.
All isolates studied had clavate piriform to lemoniform sporangia, with pedicels varying from
38 to 45 µ and stelate to rosiform colonies. Morphologic and physiologic characterization of
isolates demonstrated that most of them conformed to the taxon P. capsici, with some few
exceptions. The most prevalent compatibility group was A1, while the group A2 prevailed in
the Southern region. Results indicate that sexual reproduction is presently rare in Brazil. Most
isolates were sensitive to metalaxyl in low dosages. Effective dosage for 50% inhibition of
mycelial growth was 1.39 µg.mL
-1
for isolates classified as sensitive, and 15.08 µg.mL
-1
for
isolates grouped as of intermediate sensitivity to metalaxyl. No isolate was classified as
resistant. High prevalence of sensitive isolates may be due to the fact that in Brazil metalaxyl
was not as widely used as a single active principle against oomycetes, as in other countries
were resistance is more commonly found. Southern region isolates were the least sensitive to
metalaxyl. All isolates tested were pathogenic to sweet pepper fruits, but some (as the Hevea
5
brasiliensis isolate) were less aggressive. Generally, however, aggressiveness to sweet pepper
fruits had no relation to the host from which the isolate was originally found. All isolates were
pathogenic to sweet pepper plantlets, but varied in their aggressiveness to pepper and tomato
cultivars. All isolates were highly aggressive to tomato genotypes, including the isolates from
sweet pepper. The isolate from Piper nigrum (Pci 8) was virulent to tomato and pepper
plantlets, but its aggressiveness was lower than the others. ITS 2 sequencing confirmed
morphological data, separating the isolates in three taxa: 1) P. capsici, 2) P. nicotianae and 3)
P. tropicalis. Sequence homology and phylogenetic analysis supported separation of P.
tropicalis, P. nicotianae and P. capsici, and the majority of isolates was identified as P.
capsici. All three species are classified as crown and fruit pathogens of vegetable crops.
Pathogenicity, aggressiviness and virulence of isolates was different in fruits and plantlets.
In the second part of the thesis, 152 genotypes of Lycopersicon, 376 genotypes of
Cucurbita and 74 genotypes of C. melo were inoculated with 2 P. capsici isolates from
compatibility groups A1 and A2. Inoculation was by deposition of a 3 mL zoospore
suspension of 5.10
4
zoospores/mL next to the plantlet crown. Disease incidence was evaluated
at three points in time. In other experiments, the reaction of 41 commercial cultivars of
Cucurbita, Citrullus lanatus, C. melo, Lycopersicon and Capsicum annuum inoculated 10, 20,
30 and 40 days after planting was examined. Finally, the susceptibility of 19 accesses of
native Cucurbitaceae and Solanaceae were studied. Reaction of Lycopersicon to P. capsici
was differentiated by host species: L. peruvianum genotypes were mostly susceptible, while L.
esculentum genotypes were more frequently resistant. Significant levels of resistance were not
detected among Cucurbita accesses, and apparently, the expression of resistance against P.
capsici in Cucurbita varies with the environment. Among all Cucurbitaceae studied, the
genus Cucumis had most genotypes resistant to P. capsici. Among the three Cucurbita species
evaluated, C. moschata had the higher number of resistant genotypes. Most critical period for
P. capsici infection of all hosts studied was 10-15 days after planting (dap). When inoculated
6
10 dap, commercial cucurbitaceous and solanaceous genotypes were usually (69%) classified
as susceptible (S); at 20 dap genotypes were more evenly distributed as resistant (R, 40%) and
S (44%); finally, after 30 dap, 56% of the genotypes were classified as R. New hosts of P.
capsici identified in this study, following artificial inoculation are Sicana odorifera, Nicandra
physaloides, Capsicum praetermissum, Cyphomandra betacea, Solanum paniculatum and
Solanum americanum.
Key-words: characterization, diversity, Phytophthora wilt, host genetic resistance.
7
INTRODUÇÃO GERAL
Um avanço significativo na produção de hortaliças no Brasil ocorreu a partir da
década de 1970, quando a produção de 6,8 milhões de toneladas (728,5 mil ha) saltou para 15
milhões (802,4 mil ha) em 2001. Dentre as hortaliças cultivadas no Brasil, o pimentão, o
tomate e as abóboras merecem destaque pelo importante papel na geração de empregos e
renda para o país (Embrapa, 2003).
Essas culturas sofrem severas perdas de produção por epidemias causadas por
Phytophthora capsici Leonian. Este oomiceto é um patógeno de solo com ampla gama de
hospedeiros que incluem espécies cultivadas, nativas, plantas de hábito de crescimento
herbáceo ou arbóreo em várias famílias botânicas. Dentro de uma ampla gama de espécies
hospedeiras que são afetadas pela murcha-de-fitóftora (P. capsici), as Solanáceas e as
Cucurbitáceas são consideradas as famílias botânicas com maior número de hospedeiros de
importância econômica (Erwin & Ribeiro, 1996 e Matsuoka & Vanetti, 2001).
O principal sintoma da doença causada por P. capsici, é a murcha de pimentão
(Capsicum annuum L.), tomate (Lycopersicon esculentum Mill.), berinjela (Solanum
melongena L.) e abóboras (Cucurbita maxima L., C. pepo L. e C. moschata Duch). Além
disso, causa o tombamento de mudas e plântulas manchas foliares, lesões caulinares, podridão
de frutos, raízes, colo e coroa (Ansani & Matsuoka, 1983; Matsuoka & Vanetti, 2001 e
Ristaino & Johnston, 1999). O patógeno foi descrito originalmente em pimentão por Leonian
(1922), no Novo México, EUA, recebendo desde então algumas propostas de mudanças
nomenclaturais, geralmente não acatadas pela comunidade científica, sendo que atualmente o
que prepondera é a designação de Leonian.
Diferentes populações do patógeno apresentam variabilidade morfológica, fisiológica
e genética, especialmente quando ocorre a reprodução sexuada. Esta só acontece quando estão
presentes os dois grupos de compatibilidade denominados de A1 e A2, originando oósporos.
Esses esporos são estruturas de resistência, os quais garantem a sobrevivência do patógeno,
8
por longos períodos. Entretanto, mesmo na ausência de oósporos são frequentemente
observadas epidemias severas em cultivos sucessivos. A intensidade das epidemias varia com
diversos fatores, entre eles as características genéticas dos isolados. Conseqüentemente, o
monitoramento de populações e sua caracterização fenotípica e molecular são trabalhos
importantes para um avanço no manejo desta doença tão devastadora. A utilização de
marcadores fenotípicos (aspectos morfoculturais, morfometria, relações patógeno-hospedeiros
e comportamentos epidemiológicos) e moleculares (polimorfismo de bandas de rDNA e
similaridade com seqüências típicas da espécie) auxiliam a determinar corretamente a
ocorrência de grupos, subespécies ou até possivelmente novas espécies do patógeno no país.
A resistência a fungicidas, especialmente a resistência a metalaxil, além de ser uma
informação importante para o manejo da doença, é também um instrumento de diferenciação,
caracterização e determinação de grupos em populações do patógeno.
A temperatura, estresse hídrico, concentração de inóculo, período de incubação,
isolado fúngico, método de inoculação e a idade da planta, são os fatores mais importantes
que atuam na expressão das doenças causadas por P. capsici (Ansani & Matsuoka, 1983;
Malot & Mas, 1983; Barksdale et al., 1984; Reifschneider et al., 1986). Existe na natureza
uma forte variação intraespecífica (Ristaino, 1990) entre isolados havendo alguns trabalhos de
identificação de novos strains (Polach & Webster, 1972), e de variação morfológica e
molecular (Oudemans et al., 1994; Mchau & Coffey, 1995; Cerqueira et al., 1999; English et
al., 1999; Faleiro et al., 2003; Luz et al., 2003; Roberts et al., 2003; Fernandez-Pavia et al.,
2004; Camele et al., 2005; Islam et al., 2005; French-Monar et al., 2006).
As estratégias de manejo para serem efetivas envolvem a integração de conhecimentos
sobre a etiologia, ecologia, epidemiologia da doença e da biologia do patógeno e orientam a
tomada de decisão no emprego de medidas de controle da doença (Ristaino & Johnston,
1999). As medidas de controle mais empregadas no campo são o uso de genótipos resistentes
e uso de controle químico com produtos à base de metalaxil e mefenoxam (Ristaino &
9
Johnston, 1999; Fernandez-Pavia et al., 2004) e o manejo cultural (Ristaino & Johnston,
1999). Tem-se relatado no mundo inúmeros casos de resistência ao metalaxil não somente em
populações de P. capsici (Parra & Ristaino, 2001; Lamour & Hausbeck, 2000), mas também
em várias outras espécies de oomicetos.
A resistência (R) genética e a suscetibilidade (S) de plantas hospedeiras foram
estudadas em Capsicum (Reifschneider et al., 1986; Alcantara & Bosland, 1993; Boiteux et
al., 1993; Ribeiro et al., 1997; Jianhua et al., 1998; Alao & Alegbejo, 1999; Alegbejo &
Erinle, 1999, Ribeiro et al., 2003), Cucurbita (Henz & Lima 1994; Lima & Henz, 1994;) e
tomate, havendo uma maior suscetibilidade ao patógeno em genótipos de pimentão e abóbora
do que genótipos de tomate. Possivelmente genes maiores atuem de forma mais decisiva na
expressão da resistência em genótipos de tomate do que em pimentão e abóbora. Estudos de
resistência nas quatro espécies de hortaliças hospedeiras, foco da maioria dos programas de
melhoramento de pimentão, berinjela, tomate e abóbora, revelaram que a maior quantidade de
acessos com resistência estável, encontra-se nas espécies do gênero Lycopersicon.
No Brasil, pouco se conhece sobre a resposta de espécies de cucurbitáceas e
Lycopersicon a infecção por P. capsici. Em pimentão já foram realizados vários estudos e
modelos gênicos que explicam a herança da resistência nesta cultura (Smith et al., 1967;
Reifschneider et al., 1992; Wang & Wang, 1996), não havendo relatos, até o momento, de
estudos desta natureza em tomate e cucurbitáceas.
No que se refere à caracterização dos isolados de P. capsici, os trabalhos geralmente
seguem duas linhas distintas. Uma foca o estudo do comportamento epidêmico de populações
do patógeno e a outra foca a identificação de possíveis variações taxonômicas entre grupos de
isoaldos e suas implicações com a redução dos danos incidentes sobre a planta hospedeira.
No presente trabalho, foram considerados aspectos vinculados ao patógeno e outros
referentes à planta hospedeira. Em termos do patógeno, foram caracterizados isolados
oriundos de vários hospedeiros utilizando marcadores como: morfologia e morfometria de
10
estruturas do patógeno, identificação de grupos de compatibilidade, resistência a metalaxil e
caracterização molecular. No que se refere à planta hospedeira, o trabalho visou à
identificação de genótipos R e S, identificar aspectos da resistência associada à idade de
plantio de cultivares comerciais de cucurbitáceas e solanáceas e círculo de hospdeiras.
Os objetivos gerais da tese são a caracterização fenotípica e molecular de isolados de
P. capsici e o estudo da resistência em solanáceas e cucurbitáceas à murcha de fitóftora.
11
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13
REVISÃO DE LITERATURA
OS HOSPEDEIROS:
As hortaliças exercem um importante papel econômico, social e nutricional na cadeia
produtiva de alimentos. No Brasil, no ano de 2001 a “Food and Agriculture Organization,
FAO”, que estimou em uma área 802,4 mil ha que produziu 14,9 milhões de toneladas, com
destaque para as culturas do tomate, batata e cebola que apresentaram as maiores produções, e
as culturas da batata, melancia e cebola que tiveram as maiores participações em área
cultivada (Hortaliças, 2006).
Os pimentões e pimentas pertencem à família Solanaceae, gênero Capsicum, e são
originários das Américas. Poucos anos após o descobrimento, as pimentas já eram
consumidas na Europa e plantadas na Índia. Atualmente é cultivada em todos os continentes,
em regiões de clima tropical ou temperado. O gênero Capsicum compreende cinco espécies
domesticadas: C. annuum L. (mais cultivada), C. frutescens L., C. chinense Jaq., C. baccatum
L. e C. pubescens Ruiz & Pavon. Capsicum annuum apresenta grande variabilidade genética e
nela são encontrados os pimentões, alguns tipos de pimenta, e tipos ornamentais. É discutível
o centro de diversidade, no entanto muitas publicações citam como sendo a América Central
(Reifschneider, 2000).
O tomateiro (Lycopersicon esculentum Mill.) é originário da região ocupada hoje pelo
Peru, Equador e Bolívia, tendo sido cultivado no México, de onde foi levado para a Europa. O
emprego de tomate como alimento é hoje universal. Atualmente, a produção mundial é de
89,2 milhões de toneladas, sendo 25,4 milhões destinados ao processamento, gerando
milhares de empregos diretos nos Estados Unidos, Itália, Grécia, Turquia, China, Espanha,
Brasil, Rússia e outros países. Recentemente, inúmeras inovações tecnológicas no cultivo
permitiram importantes aumentos dos índices de produtividade, seja em tomate de mesa ou
indústria (Silva & Giordano, 2000).
14
A família Cucurbitaceae é constituída por cerca de 118 gêneros e mais de 775
espécies. No Brasil as espécies com maior expressão econômica pertencem aos gêneros
Cucurbita (Cucurbita maxima Duch. ex Lam. – abóboras de pescoço, C. pepo - abobrinhas e
C. moschata Duch. ex Poir. – abóboras morangas; além de C. argyrosperma e C. ficifolia),
Cucumis (C. melo L. - melão e C. sativus L. - pepino), Citrullus (C. lanatus (Thunb.) Matsum.
& Nakai. – melancia), Sechium (S. edulis (Jacq.) Sw. – chuchu) e Lagenaria (L. vulgaris Ser.
- cabaça). Desenvolvem-se adequadamente em regiões de clima subtropical a tropical. A
maioria das espécies surgiram no México, mas algumas poucas, incluindo C. maxima, são
nativas da América do Sul (Robinson & Decker-Walters, 1999).
Inúmeras hortaliças merecem destaque quanto aos seus aspectos alimentícios e
nutricionais. Na Figura 1 podem ser observados os centros de origem de diversas hortaliças
incluindo aquelas que são infectadas por P. capsici e por outras espécies deste oomiceto. Vale
ressaltar nesta ilustração o fato do primeiro registro e descrição do patógeno Phytophthora
capsici ter ocorrido no Novo México, EUA, e neste mesmo continente, tal como em países
vizinhos, encontram-se os centros de origem de muitas hortaliças que são extremamente
suscetíveis ao patógeno como o pimentão e tomate.
15
Figura 1. Centros de origens das principais hortaliças incluindo aquelas que podem ser
infectadas por P. capsici (Editado e Adaptado de California Agriculture).
A DOENÇA
A murcha-de-fitóftora ou requeima, causado por Phytophthora capsici Leonian, é uma
doença devastadora em pimentão e cucurbitáceas em todo mundo. Em pimentão, a murcha de
fitóftora foi primeiramente descrita no Novo México (EUA) em 1922 (Leonian, 1922).
Recentemente tem-se notado severas epidemias nos EUA e outros países (Ristaino &
Johnston, 1999). O patógeno é capaz de infectar as raízes, colo, caule, folhas e frutos de
pimentão, tomate, abóbora, melão, melancia, abobrinha, abóbora moranga, entre outros. Os
sintomas podem ser resumidos como tombamento de mudas e plantas, manchas foliares,
lesões caulinares, podridão de frutos e raízes, além da podridão da coroa (Urben, 1980).
Ristaino (1990) registrou que os sintomas em solanáceas e cucurbitáceas são representados
por tombamento, lesão caulinar, queima foliar, necrose da coroa do colo.
Em pimentão, os sintomas mais comuns são: murcha generalizada na parte aérea,
normalmente irreversível, associada à podridão e necrose da base do caule. Com o arranquio
16
de plantas infectadas, nota-se a presença de raízes de cor amarronzada, a epiderme e o córtex
se destacam facilmente do cilindro central. A doença se desenvolve no sentido ascendente,
finalizando com necrose do coleto e ramos. Dependendo da incidência de chuvas ou da forma
de irrigação (sulco, aspersão ou gotejamento) a doença pode-se estender por toda área
plantada. A necrose do coleto pode inicialmente ser verde escura, tornando-se amarronzada,
circundando toda circunferência do caule (Luz et al., 2001).
Nas abóboras, os sintomas atingem principalmente os frutos por estarem estes em
contato direto com o solo. A lesão se inicia com uma mancha aquosa (anasarca), que cede à
pressão dos dedos, sem cheiro característico de podridão e que, em dois a três dias, torna-se
branco acinzentada devido a presença abundante de micélio, esporangióforos e esporângios.
Esses esporângios, na presença de água líquida, diferenciam-se em zoósporos e através de
água de irrigação ou de gotas de chuvas são dispersos e vão infectar plantas vizinhas. As
folhas, raízes e caules também são afetados. As lesões da parte aérea normalmente são
causadas por inóculo disseminado por respingos da água de chuva ou irrigação (Luz et al.,
2001).
No tomateiro os sintomas nas raízes e caules são similares aos do pimentão, a doença
fica mais restrita ao colo e aos frutos de cultivares rasteiros. A planta atacada logo lança raízes
adventícias que ajudam na sua recuperação. Nas podridões de frutos podem ser encontradas
duas espécies de Phytophthora (P. nicotianae var. parasitica [=P. parasitica] e P. capsici).
Perdas significativas são registradas em tomate para indústria, onde os frutos são infectados
diretamente, devido ao contato com o solo (Café Filho & Duniway, 1995). Todas as partes de
plantas de pimentão e cucurbitáceas podem ser atacadas pelo patógeno, mas o mesmo não
ocorre em tomate, onde os sintomas são mais freqüentes incidem sobre o colo da planta
(Urben, 1980).
As perdas ocasionadas pelo patógeno foram observadas em cultivos de pimentão e
cucurbitáceas da Carolina do Norte, onde a murcha-de-fitóftora causa elevadas perdas quando
17
se utiliza irrigação por aspersão (Ristaino, 1990). Lamour & Hausbech (2003) relataram que
na região do Arkansas River Valey, as perdas na produção de tomate nos anos de 1938 a 1940
chegaram a 50 % da produção. Satour e Butler (1967) registraram que as perdas em campos
de tomate na Califórnia, EUA durante os anos de 1955 e 1965 foram devidas a P. capsici e P.
parasitica. Ioannou & Grogan (1984) relataram que na Califórnia, que P. capsici ocorre
esporadicamente, causando perdas inexpressivas em tomate industrial, e que P. parasitica é
responsável por 85 % da queda de produção causada pela podridão do colo, mas esta situação
atualmente alterou-se, elevando-se a importância de P. capsici nos campos de produção (Café
Filho (2006) Comunicação pessoal). Já na Espanha (Andrés et al., 2003) e Tunísia (Allagui &
Lepoivre, 2000), tem-se registros de ocorrência de P. nicotianae B. de Hann causando perdas
e epidemias da podridão do colo em pimentão.
Atualmente o patógeno encontra-se disseminado por todos os continentes com regiões
de clima temperado e tropical, com exceção apenas do continente australiano (Irwin et al.,
1995). Contudo Shivas (1989) relatou a ocorrência em berinjela de P. capsici na Austrália.
No Brasil, a doença ocorre em todos os Estados onde se cultiva pimentão, ocorrendo
epidemias de maior ou menor intensidade de acordo com a quantidade sazonal de chuvas .
O manejo da doença requer constantes mudanças das práticas culturais, rotação de
cultura e uso de fungicidas seletivos (Ristaino & Johnston, 1999). Para abóbora, o manejo da
irrigação tem excelentes resultados (Café Filho et al., 1995). É baseado em práticas culturais
que reduzam a condição de alta umidade do solo, associada com o monitoramento e redução
dos propágulos do patógeno. Baseado no conhecimento da etiologia, ecologia, epidemiologia,
biologia do patógeno e das características de cada hospedeiro podem-se gerar estratégias de
manejo e controle da doença (manejo físico, químico e biológico) visando reduzir os severos
danos causados por epidemias de P. capsici (Ristaino & Johnston, 1999). Outra medida
importante é a utilização de cultivares resistentes. Entretanto são poucas as opções de
genótipos de pimentão, pimenta e cucurbitáceas com boas características agronômicas que
18
apresentem níveis adequados de resistência. A busca de fontes de resistência e sua
incorporação em cultivares comerciais e estudos de herança, são caminhos promissores para
obtenção de genótipos resistentes utilizados como medida de controle genético.
O patógeno é considerado de difícil controle pela quantidade de hospedeiros (Gubler
& Davis, 1996) e pode sobreviver no solo na forma de oósporos, ou em restos culturais, na
forma de micélio e esporângio por até 120 dias (Ansani, 1981).
O PATÓGENO
Este oomiceto é uma espécie heterotálica do gênero Phytophthora (Classe
Ooomicetos) que se reproduz sexual e assexuadamente. Na reprodução sexuada, P. capsici
produz um gametângio masculino (anterídio), e um gametângio feminino (oogônio). Suas
populações são representadas por indivíduos pertencentes a dois grupos de compatibilidade,
denominados de A1 e A2. Os tipos de compatibilidade não refletem dimorfismo. Cada grupo
de compatibilidade produz hormônios que são responsáveis pela diferenciação dos
gametângios, quando em oposição ao grupo de compatibilidade complementar. O anterídio de
P. capsici é definido como anfígeno. Na formação dos gametângios, ocorre a meiose, e com a
fecundação a plasmogamia e a cariogamia, resultando assim a formação de oósporos diplódes.
Entretanto, Uchida & Aragaki (1985) relatam que, em determinadas condições, alguns
isolados produzem clamidósporos, o que não é típico para a espécie sensu Leonian (1922). Os
oósporos podem germinar através da emissão de um tubo germinativo ou indiretamente via
formação de esporângio.
Na reprodução assexuada, ocorre à formação dos esporângios, que nascem da
ramificação dos esporangióforos na forma de umbelas (Erwin & Ribeiro, 1996). Eles são
geralmente ovóides e possuem uma papila proeminente em seu ápice. Podem apresentar
esporângios bi-papilados (Figura 2K). Os esporângios podem germinar diretamente (Figura 2
HI) ou indiretamente liberando zoósporos biflagelados (Figura 2 J), capazes de se moverem
19
em um filme de água na supérfície da planta ou no solo quando ocorre estatus hídrico elevado,
podendo assim atingir e infectar raízes e porções do colo das plantas. Nesta espécie os
esporângios possuem alta caducidade facilmente se desprendem do esporangióforo
(característica de especialização) (Figura 2G), sendo passíveis de dispersão através do vento,
respingos da chuva e água de irrigação. A fonte de inóculo primário pode ser contituída por
oósporos. A condição policíclica da doença (Ristaino & Johnston, 1999) é assegurada pela
liberação repetitiva de inóculo constituído por massas de zoósporos produzidos e liberados em
ciclos sucessivos.
Este patógeno infecta todos os órgãos das hospedeiras podendo ser disseminado pela
água de superfície no filoplano, via respingo de chuva ou irrigação, ou via água corrente.
Taxonomia e classificação de Phytophthora
Alexopoulos et al. (1996) separa o Filo Oomycota (pertencente ao Reino Chromista)
dos membros do Reino Fungi por uma série de características, entre as quais: a reprodução
assexual ser por meio de zoósporos biflagelados (flagelo anterior maior com mastigonemas
laterais, semelhante a uma pena, e o outro voltado para trás, menor, liso – tipo chicote); os
flagelos dos zoósporos possuem características ultraestruturais peculiares. O talo é diplóide,
porém na produção dos gametângios haplóides, designados anterídios e oogônio, ocorre
meiose. A copulação oogonial resulta em um esporo de parede espessa, o oósporo, importante
na sobreviência do fungo. A parede celular dos Oomycota é composta de β 1,3 e β 1,6-
glucanas contendo hidroxiprolina e microfibrilas de celulose como nos vegetais que possuem
crescimento primário; os mitocôndrios possuem cristas tubulares; a síntese de lisina é via
ácido diaminopimélico; requerem esteróis no meio de cultura; e por fim o armazenamento de
energia é na forma de micolaminarinas.
No reino Chromista, o filo Oomycota é monofilético o qual abriga tanto biotróficos
por excelência, ditos parasitas obrigatórios, quanto necrotróficos e sapróbios implicando por
20
um lado uma alta especialização e por outro uma pequena evolução quanto ao parasitismo em
seu hospedeiro. Este filo acomoda uma classe denominada de Oomycetes, onde são aceitas as
Ordens Leptomitales, Rhipidiales, Sclerosporales, Pythiales, Peronosporales e Saprolegniales.
A Ordem Peronosporales abriga os gêneros de fungos fitopatogenicamente mais importantes
(Dick, 1990), dividido em três famílias, Pythiaceae, Peronosporaceae e Albuginaceae. A
primeira família inclui o gênero Phytophthora.
No Index Fungorum (2006) existem registradas 131 espécies de Phytopthora sem
contar as variedades. Neste banco de dados as espécies de Phytophthora encontram-se
associadas aos seguintes categorias taxonômicas: Família Pythiaceae, Ordem Pythiales,
Classe Oomycetes, Filo Oomycota, Reino Chromista ou Straminipila .
Existe certa dificuldade em a identificar taxonomicamente a espécie de Phytophthora
associada a certas hortaliças. Assim têm-se inúmeras sinonímias que representam a evolução
na taxonomia da espécie, no caso para P. capsici, tem-se P. hidrophyla Curzi (1927), P.
parasitica var. capsici (Leonian) Sarejanni (1936) e P. palmivora MF4 (Griffin, 1977). As
três espécies mais próximas de P. capsici, P. palmivora, P. tropicalis e P. nicotianae são
citadas logo abaixo:
Phytophthora palmivora (E.J. Butler) E.J. Butler, Science Rep. Agric. Res. Inst. Pusa:
82 (1919) seus sinônimos são P. arecae (L.C. Coleman) Pethybr., Scientific Proc. R. Dublin
Soc., N.S. 13: 555 (1913), P. cactorum var. arecae (L.C. Coleman) Sacc. & Trotter, (1912),
P. faberi Maubl., (1909), P. heveae A.W. Thomps., Malay. Agric. Journal 17(3-4): 77 (1929),
P. omnivora var. arecae L.C. Coleman, (1910), P. palmivora var. heveae (A.W. Thomps.)
Orellana, Phytopathology 49: 213 (1959), P. palmivora var. theobromae (L.C. Coleman)
Orellana, Phytopathology 49: 212 (1959), P. theobromae L.C. Coleman, Annls mycol. 8: 621
(1910), Pythium palmivorum E.J. Butler, (1907).
Phytophthora tropicalis Aragaki & J.Y. Uchida, em Aragaki & Uchida, Mycologia
93(1):139 (2001) que é uma espécie nomeada a partir do tipo nomenclatural de P. capsici, não
21
possui sinônimos, e foi recentemente caracterizada infectando tecidos de Macadamia
integrifolia Maid. & Bet. e outros hospedeiros perenes do Hawai, não pertencentes às famílias
Solanaceae ou Cucurbitaceae.
Phytophthora nicotianae Breda de Haan, Meded. Lds PlTuin, Batavia 15: 57 (1896),
possui como sinonímias Blepharospora terrestris (Sherb.) Peyronel, (1920), Phloeophthora
nicotianae (Breda de Haan) G.W. Wilson, Mycologia 6: 80 (1914), Phytophthora allii
Sawada, P. formosana Sawada, Agric. Mag., Formosa 38(4): 271 (1942), P. imperfecta var.
nicotianae Sarej., Annals Inst. Phytopath. Benaki 2(1): 46 (1936), P. lycopersici Sawada,
Agric. Mag., Formosa 38(2): 111 (1942), P. manoana Sideris, P. melongenae Sawada, (1915),
P. nicotianae var. parasitica (Dastur) G.M. Waterh., Mycol. Pap. 92: 14 (1963), P. parasitica
Dastur, Memoirs of the Dept. Agric. India, Bot. Ser. 5(4): 177-231 (1913), P. parasitica var.
nicotianae Tucker, Research Bulletin, Miss. Agricultural Experimental Station 153: 173
(1931), P. parasitica var. piperina Dastur, (1935), P. parasitica var. rhei G.H. Godfrey,
Journal of Agricultural Research 23:21 (1923), P. ricini Sawada, Agric. Mag., Formosa 38(3):
174 (1942), P. tabaci Sawada, Report of the Department of Agriculture, Government
Research Institute of Formosa 27: 37-38 (1927), P. terrestris Sherb., Phytopathology 7: 127
(1917).
A primeira chave de Waterhouse (1963) não resolveu os problemas taxonômicos dos
“complexos” P. palmivora (MF 1 a 4), P. nicotianae-parasitica e a dificuldade da separação
dos táxons onde onde é presente a papila no esporângio. Newhook et al. (1978) propuseram
uma nova chave apresentando os caracteres em forma tabular, onde mativeram os seis grupos
propostos por Waterhouse (1963). O fungo P. capsici encontra-se no Grupo II desta chave,
que tem como características ápice do esporângio arcadamente papilado, espeçamento apical
com cinco µm de espessura, o poro de saída dos zoósporos é estreito (<
7µm), esporângios
abundantes em substrato sólido, geralmente descíduos, sem proliferação interna, oogônios
com anterídios anfígenos.
22
As colônias são petalóides ou estreladas, com micélio aéreo denso (Figura 2),
esporangióforos irregularmente ramificados (Figura 2C), ou de ramificação simpodial,
esporângios caducos abundantes (Figura 2AB), medindo em média 30-53 x 18-35 μm
(Figura 2), com pedicelos longos (Figura 2) variando de 20-49 μm de comprimento (média 36
μm de comprimento) e papilas proeminentes (Figura 2E), podendo em alguns casos
apresentarem-se como semi-papilados, clamidósporos raramente produzidos em isolados de
pimentão (Figura 2F), quando presentes, medindo em média 28 μm de diâmetro, reprodução
heterotálica, com ambos os tipos compatíveis presentes na população (A1 e A2); oogônios
esféricos a subesféricos, 23 a 50 µm; hialinos a marrons, oósporos esféricos a subesféricos,
23-34 µm, pleuróticos, de anterídio anfígeno, formado intra e interespecificamente
(Waterhouse, 1963).
Na Tabela 1 podemos observar uma evolução das características morfométricas e os
padrões das estruturas assexuais e sexuais de P. capsici. O valor padrão para a espécie,
baseado nos dados da Tabela 1 foi de: 24-105 x 12-92 µm para as dimensões do esporângio,
34,7-138,0 µm para comprimento do pedicelo, 21-46 µm para o diâmetro do oogônio e 18-43
µm para o diâmetro do oósporo.
Influenciando o comportamento fisiológico de isolados de P. capsici a amplitude de
temperaturas ótimas para crescimento incluem-se de 28 a 35
o
C (Stamps, 1985). A
temperatura ótima de crescimento testado para uma quantidade grande de isolados variou de
24 a 33
o
C (Mchau & Coffey, 1995).
23
Figura 2. Estruturas assexuais de Phytophthora capsici. A. Emissão de emaranhado do
esporângióforos após infecção na superfície de frutos de pimentão em microscópio estereoscópico. B.
Detalhe da emissão de esporangióforo (seta). C. Proliferação simpodial do esporangióforo vista em
microscópio estereoscópico; D. Esporângióforos com proliferação simpodial e esporângios visto em
contraste de fase; E. Esporângios papilados (seta); F. Clamidósporo encontrado no isolado Pcp 3; G.
Esporangióforo e esporângio; H. Esporângios em início de diferenciação dos zoósporos; I. Esporângio
rompido antes da maturação completa do zoósporos.; J. zoósporo encistado formando tubo
germinativo bifurcado (seta); K. esporângio bipapilado.
ABC
DE F
GH
I J K
24
Tabela 1. Dimensões (µm) de estruturas assexuais e sexuais de Phytophthora capsici, descritas por diferentes autores.
Caracteríticas
Morfológicas
Leonian,
1922
(Pimentão)
Tucker,
1931
(Pimentão)
Wiant &
Tucker,
1940
(Melão)
Frezzi,
1950
(Pimentão)
Waterhouse
1963
(Pimentão)
Ershad,
1971
(Pimentão)
Kamjaipai
& Ui, 1978
(Abóbora)
Lawrence
et al. (1982)
Kröber
(1985)
Tsao (1991)
Mchau &
Coffey, 1995
Dimensões
Esporângio
35-105(60)
x (36)21-56
16-69(30) x
(20,8)12-31
21,4(36,5) x
(27,0)18-40,7
28-
123(53,0) x
(30,5)21,0-
50,0
30-60x25-35
29-68(44,7)
x (28,1)17-
38
24-60(39,0)
x 30-
92,4(65,3)
60x36 µm
32-92(51.4)
x (34.5)25-
46
40-52(47.0) x
(27.0)20-31
32-65+5,8
x17,4-38-7+
3,8
Ф oogônio ND 23.4-33.4
24.1-
41.4(29.9)
29.5-
46(36.2)
<39.0 21-50(31.8)
28.8-
33.6(30.3
ND 21-50(31.8) 27-43(33) ND
Ф oósporo 25-35
20.9-
29.2(24.9)
22.7-
31.4(26.5)
25-42(31.5) ND 18/43(28.8)
24.0-
28.8(26.3)
ND 18-43(28.8) 22-37(28) 22-36.6+
2.9
C pedicelo ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND 34,7-138
Ф oogônio-diâmetro do oogônio, Ф oósporo-diâmetro do oósporo; C pedicelo-comprimento do pedicelo; ND não determinado.
25
O corrente sistema de classificação do gênero Phytophthora (Waterhouse 1963 e 1970;
Newhook et al. 1978; Stamps et al. 1990) classifica as espécies com base em características
morfológicas tais como papilação e caducidade do esporângio, forma de agregação do
anterídio, homotalismo ou heterotalismo, temperatura de crescimento, esporulação em meio
de cultura, aspectos biológicos como especificidade a hospedeiros (testes de patogenicidade) e
alguns caracteres fisiológicos como taxa de crescimento (Ribeiro, 1978; Stamps et al., 1990;
Ho, 1981; Stamps et al., 1990 e Waterhouse et al., 1983). Contudo persistem muitas
incertezas na identificação de muitas espécies e designação dos táxons específicos, tais como
os complexos P. megasperma e P. palmivora. A dificuldade resulta do limitado número de
características morfológicas disponíveis para as espécies identificadas e a variabilidade das
mesmas. A combinação destes métodos fenotípicos de identificação pode produzir uma
identificação acurada, contudo o tempo consumido é elevado, e o rigor descritivo pode
dificultar a interpretação (Brasier, 1991).
Brasier (1983) e Cerqueira et al. (1999) ressaltaram que muitas das características
morfológicas utilizadas para identificação são plásticas, altamente influenciadas pelo
ambiente, e estas mostram diferenças que dificultam a identificação das espécies, além de
possuírem um base genética desconhecida (Zhang et al., 2004). Assim, a caracterização dos
isolados de P. capsici pelos critérios da taxonomia clássica é demorada requerendo
experiência, sendo passível de equívocos. No entanto, com o surgimento de novas
tecnologias, critérios moleculares podem ser extremamentes úteis para identificação de
espécies e caracterização de populações. Muitas ferramentas moleculares importantes
surgiram e confirmaram uma série de hipóteses e questionamentos sobre a caracterização de
P. capsici.
Mudanças e evolução na taxonomia de P. capsici
Por mais de 50 anos P. capsici foi reconhecido como patógeno de pimentão
(Capsicum spp.), tomate, berinjela e algumas cucurbitáceas (Aragaki & Uchida, 2001). A
26
descrição original realizada por Leonian (1922), era composta de isolados oriundos de
pimentão e alguns isolados pertencentes a outros hospedeiros com características diferentes
do “tipo”. Tsao & Alizadeh (1988) e Tsao (1991) redescreveram o táxon para incluir os
isolados de cacau (Theobroma cacao L.) e pimenta do reino (Pipper nigrum L.), até então
classificados como P. palmivora (MF4). Estas “morphological forms” (MFs) são quatro
subdivisões de P. palmivora. Mchau & Coffey (1995) considerando estudos isoenzimáticos
que consolidaram a redescrição de Tsao & Alizadeh (1988) adicionando dados enzimáticos e
morfológicos complementares. Kunimoto et al. (1976) transferiram o agente causal da
podridão de macadâmia previamente identificada como P. nicotianae para P. capsici, baseada
em parte na formação da papila, e no esporângio ser descíduo com longos pedicelos. Inúmeras
contradições surgiram com essa classificação com os isolados patogênicos de cacau e outros
hospedeiros tropicais em P. capsici. Tsao & Alizadeh (1988) e Mchau & Coffey (1995),
descobriram que isolados de cacau e de hospedeiras tropicais anteriormente classificados
como “P. palmivora MF4”, na realidade pertenciam a P. capsici. Uchida e Aragaki (1985)
estabeleceram uma nova espécie P. tropicalis Aragaki et Ukida para acomodar os isolados
patogênicos a pimenta do reino, cacau, macadâmia, mamão e outras hospedeiras, os quais
produzem clamidósporos e esporângios alongados e são avirulentos ao pimentão (Aragaki &
Uchida, 2001). Alguns isolados de cacau foram temporariamente designados como P.
palmivora MF4, e estes poderiam ser distinguidos de outros isolados de P. palmivora devido
à presença de pedicelos esporangiais longos (Aragaki & Uchida, 2001). Recentemente estes
isolados juntamente com isolados de P. capsici de macadâmia (Macadamia integrifolia)
(Kunimoto et al., 1976), foram separados daqueles isolados patogênicos de pimentão, tomate,
berinjela e abóboras, e incluídos em P. tropicalis (Aragaki & Uchida, 2001).
Aragaki & Uchida (2001) através da análise de isoenzima de P. capsici com pedicelos
longos separaram os isolados em dois grupos. A constatação da existência de dois grupos
morfológicos obrigou a uma re-avaliação do táxon e estudos de biologia molecular vieram
27
confirmar a existência de dois grupos. Assim, P. tropicalis e P. capsici possuem alguns
atributos morfológicos e fisiológicos similares, tais como, esporângio com longo pedicelo,
descíduos em água, o oogônio com anterídio anfígeno, os quais são produzidos
heterotalicamente (Zhang et al., 2004). Estudos morfológicos e culturais de 100 isolados de
Phytophthora capsici apresentavam como característica mais comum a presença de
esporângios decíduos e de longos pedicelos.
Biológica e morfologicamente os dois grupos de isolados de P. capsici, diferenciam-se
no seguinte: no primeiro grupo que constitui a espécie P. capsici, os esporângios são mais
largos, a relação comprimento largura do esporângio é menor que 1,8, a base do esporângio é
arredondada, e não produz clamidósporos, bom crescimento a 35 ºC, e é patogênico a
Capsicum; o segundo grupo hoje constituindo a a espécie Phytophthora tropicalis, possui
esporângio mais estreito e menor que 26 μm de diâmetro, a relação comprimento/largura do
esporângio é maior que 1,8, a base do esporângio é cônica, formação de clamidósporos
escassa, pouco crescimento a 35
o
C e fraca ou nenhuma virulência a cultivares de Capsicum
(Aragaki & Uchida, 2001).
Diversidade genética e mudanças na taxonomia de Phytophthora capsici
A reprodução sexual é o principal mecanismo promotor de variabilidade nos seres
vivos, e em Phytophthora a formação de oósporos é a concretização deste evento (English et
al., 1999). Em campos de produção da Carolina do Norte, EUA, detectou-se potencial de
recombinação sexual e formação de oósporos de P. capsici, devido à presença de ambos os
grupos de compatibilidade (Ristaino, 1990). No Brasil, Rêgo & Reifschneider (1982) e
Marque et al. (1999) identificaram ambos os grupos de compatibilidade, contudo em campos
de produção diferentes, não sendo constatado a reprodução sexual ou presença de oósporos
em um mesmo campo de produção.
28
Outra forma de se estimar a diversidade é através da observação da multiplicidade de
patótipos em decorrência da evolução localizada, como pode ser inferido pela presença de
certos patótipos multivirulentos numa área geográfica específica (Ottoya et al., 1993). A
variabilidade de isolados pode ser observada em diferentes locais, e numa mesma localidade
podem apresentar variabilidade em pontos da gleba, além de apresentar variabilidade entre
plantas e até entre folhas ou outros órgãos vegetais (Figueiredo et al., 1993). Estes patótipos
tiveram seus genes de virulência substituídos, ao superarem os genes de resistência das
variedades locais, adquirindo variabilidade patogênica por meio de recombinações, mutações,
seleção natural ou outros mecanismos (Ottoya et al., 1993).
Artificialmente, a ação da diversidade na expressão de caracteres fenotípicos e
genéticos foi estudada pela fusão de zoósporos (conjugação somática) por English et al.
(1999). Estes autores observaram que ao realizar o cruzamento forçado de P. capsici e P.
nicotianae, os isolados híbridos apresentavam variações detectadas por marcadores
fenotípicos e moleculares. Os autores especularam que este evento, embora raro, poderia, em
condições naturais, contribuir para a diversidade de espécies heterotálicas de Phytophthora. A
percentagem de GC, (elemento medidor de diversidade) dos isolados híbridos analisados foi
de 47,2 %, valor típico encontrado para espécies de Phytophthora.
Complexos de espécies que ocorrem nas hospedeiras de P. capsici no Brasil
Cruz & Silveira (1965) citaram que a requeima do pimentão foi observada pela
primeira vez em 1951 no Estado de São Paulo, contudo seu registro no Brasil foi realizado por
Amaral (1952) sendo considerada como uma das doenças mais destrutivas da cultura. Em
Minas Gerais, os agricultores de algumas áreas da Zona da Mata abandonaram o cultivo do
pimentão devido aos severos surtos epidêmicos (Luz et al., 2001). Desde então, vários estudos
foram realizados por grupos de pesquisa nos estados de São Paulo, Minas Gerais, Distrito
Federal e Bahia, verificando-se inúmeros aspectos da doença. Além de pimentão (Amaral,
29
1952) observou-se a ocorrência de ataque de Phytophthora spp. em outras hospedeiras como
abóboras, tomate, pepino, pimenta, berinjela, jiló, melão e melancia (Urben, 1980), cacau e
macadâmia (Kellam & Zentmyer, 1982; Kunimoto et al., 1976; Satour & Butler, 1967).
No banco de dados americano de fungos da SBML (2006) encontram-se registrados 34
relatos no mundo de P. capsici infectando Capsicum spp. No Brasil existem registros em
outras hospedeiras (Mendes et al., 1998), tais como: mamão (Carica papaya), melancia
(Citrullus lanatus), pepino (Cucumis sativus), abóboras (Cucurbita spp.), Dianthus
caryophyllus, Epipremmum aureum, seringueira (Hevea brasiliensis), melão (Cucumis melo),
tomate (Lycopersicon esculentum), mandioca (Manihot esculenta), macadamia (Macadamia
integrifolia), Phaseolus lunatus, pimenta do reino (Piper nigrum), jiló (Solanum gilo),
berinjela (Solanum melongena) e cacau (Theobroma cacao), e P. nicotianae var parasitica
(=P. parasitica) foi relatada no Brasil em tomate.
Luz et al. (2003) relataram que os principais hospedeiros de P. capsici na Bahia são
cacaueiro, a seringueira, a pimenta do reino e o mamoeiro. Ao final dos anos 70 e início da
década de 80, P. capsici foi responsável pela perda de inúmeras plantações de pimenta do
reino na Bahia. Tanto em seringueira como em cacau, três espécies são responsáveis pelo
desenvolvimento da podridão do colo (P. capsici, P. palmivora e P. citrophthora). Na década
de 70 a 80, a espécie P. capsici predominou como agente etiológico da podridão parda do
cacaueiro no Espírito Santo e na Bahia, contudo em levantamentos realizados no fim da
década de 80 notaram-se variações na distribuição populacional, havendo tendência para a
predominância da espécie P. citrophthora (Luz et al., 2003).
Complexos de espécies que ocorrem nas hospedeiras de P. capsici no mundo
Luz et al. (2003) relatam que existem 40 gêneros de diferentes famílias botânicas, com
mais de uma espécie, que são planta hospedeiras de P. capsici. Entre os hospedeiros estão
30
incluídos membros das famílias das cucurbitáceas, solanáceas, piperáceas, caricáceas,
euforbiáceas, proteáceas, entre outros.
Erwin & Ribeiro (1996) relataram 48 espécies hospedeiras de P. capsici no mundo,
incluindo abacate, alfafa, algodão, abóbora, baunilha, berinjela, cacau, cebola, cenoura, citrus,
chuchu, datura, ervilha, espinafre, feijão fava, figo, fumo, girassol, linho, melão, maçã,
macadâmia, melancia, quiabo, pêra, pepino, pimentão, pimenta do reino, Spondias purpurea,
tomate. A distribuição geográfica destas ocorrências abrange países como a Argentina, Brasil,
Bolívia, Camarões, Coréia, China, Espanha, EUA, França, Indonésia, Iran, Itália, Japão, Porto
Rico, Sérvia, Taiwan, Tailândia, antiga União Soviética, Venezuela.
A consulta no SBML (2006) indicou 11 espécies de Phytophthora principalmente
associadas a C. annuum e algumas a C. frutecens: P. boehmeriae, P. cactorum, P. capsici
(maioria), P. citrophthora, P. cryptogea, P. drechsleri, P. infestans, P. megasperma, P.
nicotianae, P. palmivora e P. parasitica Dasthur.
Já, com o gênero Lycopersicon, estão associadas 21 espécies de Phytophthora: P.
arecae, P. boehmeriae, P. cactorum, P. capsici, P. cinnamomi, P. citricola, P. citrophthora,
P. cryptogea, P. drechsleri, P. erythroseptica, P. fragariae, P. hibernalis, P. infestans
(maioria), P. megasperma, P. mexicana, P. nicotianae, P. palmivora, P. parasitica, P.
phaseoli, P. terrestris e P. verrucosa) que infectam basicamente L. esculentum (maioria), L.
peruvianum e L. tuberosum (SBML, 2006). Pane et al. (2000) relataram três espécies
representadas por P. capsici, P. criptogea e P. nicotianae causando podridão do colo em
tomateiros do sul da Itália.
Para o gênero Cucurbita (SBML, 2006), existem 35 registros incluindo nove espécies
de Phytophthora: P. boehmeriae, P. cactorum, P. capsici (maioria), P. citricola, P.
citrophthora, P. cryptogea, P. drechsleri, P. nicotianae e P. parasitica) que infectam
basicamente C. maxima, C. moschata e C. pepo. No Irã, Mansoori & Banihashemi (1982) e
Alavi & Strange, (1982); e na China Ho et al. (1984) destacaram que além de Phytophthora
31
capsici, outras espécies de Phytophthora spp., principalmente P. drechsleri, já foram relatadas
como causadoras de epidemias de murchas de fitóftora em espécies de cucurbitáceas.
Caracterização fenotípica e molecular de isolados de Phytophthora capsici
O desenvolvimento de novas técnicas de biologia molecular, conduzem ao surgimento
de métodos mais eficientes de detecção do polimorfismo genético, através do acesso direto à
molécula de DNA (Ferreira & Grattapaglia, 1995). Existem muitos trabalhos no mundo de
caracterização fenotípica e molecular de isolados de P. capsici, brevemente listados a seguir:
Ristaino (1990) estudou a virulência de isolados de pimentão e cucurbitáceas, bem
como suas características morfológicas, grupo de compatibilidade e o crescimento em meio de
cultura.
Oudemans & Coffey (1991) realizaram análises de isoenzimas de 84 isolados oriundos
de várias partes do mundo, e concluiram que P. capsici é um complexo genético representado
por três espécies contidas em três subgrupos. O subgrupo CAP1 agrupa a maior parte dos
isolados oriundos de solanáceas anuais e cucurbitáceas, tal como alguns isolados de pimenta
do reino e cacau, que haviam sido preliminarmente identificados como P. palmivora MF4
(Koasiri & Zentmyer, 1980). O grupo CAP2 agrupa isolados oriundos de hospedeiros
tropicais, tais como pimenta do reino, cacau, mamão, macadâmia e seringueira e isolados
oriundos do Hawai identificados posteriormente como P. tropicalis,. O grupo CAP3 contém o
menor nível de diversidade incluindo isolados brasileiros de cacau. Os isolados previamente
identificados como P. palmivora MF4 ocorreram em todos os três grupos.
Mchau & Coffey (1995) caracterizaram 113 isolados de P. capsici, separando-os em
dois grupos CAPA e CAPB com base em análise isoenzimas. Cada subgrupo correspondeu a
uma ampla variabilidade de hospedeiros e locais de origem, entretanto alguns membros de
cada subgrupo variaram quanto à morfologia das estruturas assexuais. Relataram ainda que
32
somente as características morfológicas são insuficientes para redefinição da espécie P.
capsici.
Hwang et al. (1991) separaram isolados de P. capsici em quatro grupos, a partir de
isolados de pimentão com base em padrões de RFLP do mtDNA.
Cerqueira et al. (1999) caracterizaram isolados brasileiros de Phytophthora em cacau,
valorizando aspectos morfológicos e biométricos, destacando, que para os isolados “atípicos”,
há necessidade de utilizar critérios adicionais como testes de patogenicidade e trabalhos
moleculares para confirmação de táxons.
Oudemans et al. (1994), utilizando análise de isoenzimas (Ets – eletroforesis types),
separaram 125 isolados de P. citricola, P. capsici e P. citrophthora, concluíram que de várias
hospedeiras em cinco sub-grupos CIT 1, 2, 3, 4 e 5, concluindo que três enzimas
(fosfoglucose isomerase, malato deidrogenase e menadione nitrato redutase) podem ser
usadas para definir subgrupos de P. citricola. E ainda ao analisar os isolados P. citricola, P.
capsici e P. citrophthora, existe uma especificidade da planta hospedeira relacionada ao
grupo 5 que é representado por P. capsici e P. citrophthora, a qual é maior do que os
subgrupos que agrupam P. citricola.
Lamour & Hausbeck (2003) caracterizaram isolados de P. capsici coletados em
campos produtores de tomate e cucurbitáceas nos anos de 1998 a 2001, identificaram a
resistência a mefenoxam, os grupos de compatibilidade e utilizaram marcadores AFLP.
Silvar et al. (2006) estudando 16 isolados de P. capsici oriundos da Espanha,
observaram que 87,5 % dos isolados são sensíveis a metalaxil, nenhum isolado foi
identificado como pertencente ao grupo de compatibilidade A2, sendo que a reação de
virulência permitiu separar os isolados em dois grupos com base na reação de cultivares de
pimentão. A análise RAPD, gerou 92 bandas polimórficas entre os isolados, separando-os em
três grupos. Não houve nenhum relacionamento entre os fatores fenotípicos e genéticos
avaliados.
33
Caracterização morfológica
Em um grupo de isolados de P. capsici, o comprimento do pedicelo variou de 31-99
μm sendo altamente variáveis entre os isolados de cucurbitáceas e pimentão, não estando
correlacionado com a hospedeira (Ristaino, 1990). Os oósporos variaram entre os isolados de
24 a 35 μm de diâmetro, também variando independentemente da hospedeira (Ristaino,
1990).
Oudemans et al. (1994) observaram que entre os grupos de isolados separados por
análise isoenzimática, foram separados por morfologia esporangial e oogonial.
Ristaino (1990) não constatou a presença de clamidósporos em isolados de P. capsici
oriundos de pimentão, sendo rara a ocorrência de clamidósporos em espécies hospedeiras de
P. capsici de hábito de crescimento arbóreo (Uchida & Aragaki, 1985).
Caracterização de grupos de compatibilidade
Phytophthora capsici é uma espécie heterotálica (Galindo & Zentmyer, 1967), deste
modo, somente o pareamento de grupos de compatibilidade opostos resulta na formação de
oósporos, que é a fonte de recombinação e variabilidade genética encontrada em condições de
campo (Papavizas, 1981; Polach & Webster, 1972; Satour & Butler, 1967). O cruzamento de
hifas pertencentes a grupos de compatibilidade contrastantes (A1 e A2) pode ser induzida por
fatores como nutrientes contidos no meio de cultura, luminosidade, temperatura de
crescimento e presença de hormônios indutores nas culturas, entre outros (English et al.,
1999).
Nos campos da Carolina do Norte, EUA, é comum ocorrerem simultaneamente os
grupos A1 e A2 em cultivos de pimentão e em outros cultivos (Ristaino et al., 1998). Lamour
34
& Hausbeck (2003) no estado do Michigan, EUA, observaram nos campos de produção de
cucurbitáceas e de tomateiros que nos anos de 1998, 1999, 2000 e 2001, a proporção de 1:1
entre os grupos de compatibilidade A1 e A2. Silvar et al. (2006) na Espanha não observaram
a presença simultânea dos dois grupos de compatibilidade no mesmo campo de produção,
havendo predominancia do grupo de compatibilidade A1. Já no Brasil, não há relatos da
ocorrência simultânea dos dois grupos de compatibilidade no mesmo campo de produção, tal
como não se sabe sobre a associação preferencial ou predominância de cada grupo de acordo
com origem da hospedeira ou localização geográfica do isolado. Rêgo & Reifschneider (1982)
detectaram ambos os grupos de compatibilidade no Brasil, focando-se na Região Centro-
Oeste, coletando os isolados no DF, GO e MS, sendo a maioria dos isolados pertencentes ao
grupo de compatibilidade A1. Recentemente, Marque et al. (1999), analisando apenas quatro
isolados, confirmaram a ocorrência no Brasil dos grupos de compatibilidade A1 e A2.
Se cada grupo de compatibilidade realmente ocorre isoladamente em determinadas
condições ambientais, o controle da doença poderia ser facilitado. A presença de ambos os
grupos numa mesma micro-região, possibilita a ocorrência de cruzamentos naturais, criando
oportunidade para aparecimento de novas raças ou biótipos com maior perfil de virulência ou
com resistência a produtos empregados no controle químico.
Neste contexto, faz-se necessário um trabalho mais amplo de caracterização de grupos
de compatibilidade de P. capsici no Brasil.
Sensibilidade a Metalaxil
A resistência a metalaxil tem sido usada como um marcador fenotípico para
caracterizar populações de diferentes espécies de Phytophthora, tais como P. infestans (Zhang
et al., 1997; Reis et al., 2003; Riveros et al., 2003; Reis et al., 2005), P. capsici (Tamietti &
35
Valentino, 2001; Parra & Ristaino, 2001; Lamour & Hausbeck, 2001; Roberts et al., 2003) e
P. sojae (Bhat et al., 1993).
O primeiro caso de resistência a metalaxil foi relatado em 1980, dois anos após seu
lançamento no mercado para controle do míldio das cucurbitáceas (Pseudoperonospora
cubensis) em pepinos cultivados em estufa em Israel (Delp, 1980). Em meados da década de
80, uma severa epidemia causada por P. infestans causou grandes perdas em culturas de
batata na Holanda e na Irlanda, sendo a principal causa de seleção de populações resistentes
derivada do mal uso extensivo do fungicida. O produto foi então retirado do mercado pela
empresa fabricante, nos dois países. Após algum tempo, o produto foi relançado em mistura
com um fungicida protetor, como parte de uma estratégia anti-resistência.
Apesar de casos de resistência, o metalaxil em formulações combinadas com outros
princípios ativos é um produto padrão no mercado, muito utilizado para o controle da
requeima da batata e tomate, causada por P. infestans (Azevedo & Oliveira, 2003), e para
outras espécies incluindo P. capsici.
No Brasil existem quatro produtos comerciais que apresentam metalaxil na sua
contituição. O primeiro é Apron
®
que é registrado para tratamento de sementes de tomateiro
para controle de Pythium. O segunto é Folio
®
que é uma mistura metalaxil+clorotalonil
recomendado paras as culturas da batata, tomate, cebola e rosa para controle de Phytophthora.
infestans e Peronospora destructor. O terceiro é Ridomil 50GR
®
é um sistêmico granulado,
composto apenas de metalaxil, recomendado para as culturas do crisântemo (controle de
Pythium rostratum e P. dreschsleri), citros (P. parasitica), fumo (Peronospora tabacum e
Pythium ultimum) e maçã (P. cactorum). E o quarto e último Ridomil Mancozeb
®
que é uma
mistura do de ação sistêmica de metalaxil+mancozeb recomendado para a cultura da batata
(controle de Phytophthora infestans), tomate (P. infestans, Pythium spp. e Phytophthora spp.)
e uva (Plasmopara viticola). Atualmente, no Agrofit (2006) constam apenas três produtos
36
comerciais contendo metalaxil, tais como, Folio Gold
®
(pó molhável), Maxim XL
®
(suspensão concentrada) e Ridomil Gold MZ
®
(pó molhável).
Além da resistência a metalaxil, tem-se encontrado em campos de produção de
pimentão a existência de populações resistentes ao enantiômero de metalaxil (Ridomil
®
)
denominado mefenoxam (Ridomil Gold
®
). Com o passar dos anos em levantamento de
campos de pimentão, não houve decréscimo da sensibilidade a mefenoxam, dos isolados
coletados no estado de Michigan, EUA (Lamour & Hausbeck, 2001). Também foi detectada
alta prevalência de populações resistentes ao mefenoxam nos isolados de cucurbitáceas na
Carolina do Norte (Café Filho & Ristaino, 2002). Associado à detecção da sensibilidade in
vitro, têm sido utilizados marcadores genéticos para verificar aspectos da transferência de
genes de resistência a metalaxil (Travis et al., 1996; van der Merwe et al., 2000). No Brasil
ainda não foram realizados levantamentos sobre a existência de populações de P. capsici
oriundos de hortaliças resistentes a metalaxil, nem das suas misturas.
Parra & Ristaino (1998) registraram que 50 % dos isolados testados de P. capsici de
plantas de vários campos produtores de New Jersey e North Carolina foram insensíveis a
metalaxil e mefenoxam. Em epidemias registradas na Flórida, EUA, McGovern et al. (1993)
verificaram que os isolados de P. capsici variaram em níveis de sensibilidade e
insensibilidade a metalaxil.
Agressividade, patogenicidade e virulência de isolados.
A especificidade a planta hospedeira muitas vezes não é um critério taxonômico
confiável, porque P. capsici é conhecida por infectar, um grande número de hospedeiras
herbáceas e arbóreas.
Não se sabe ao certo sobre especificidade de isolados e seus hospedeiros de origem,
sendo estudados principalmente os efeitos de reação diferencial do isolado ligado a
37
agressividade, não sendo encontrado o efeito diferencial do hospedeiro de origem, da origem
geográfica ou grupo de compatibilidade do isolado.
Foram realizadas algumas tentativas de se evidenciar a especificidade dos isolados.
Como exemplo, tem-se alguns isolados de abóbora, que ocasionaram uma maior severidade
de doença nas cultivares de abóbora do que nos materiais de pimentão, indicando
especialização (Lee et al., 2001), não podendo ser desdobrado que todos os isolados de
abóbora, se espcializaram a sua planta hospedeira. Isolados de pimentão e cucurbitáceas são
virulentos em pimentão, mas alguns isolados de cucurbitáceas são pouco virulentos em pepino
(Ristaino, 1990). Todos os isolados de pimentão foram patogênicos em pimentão, contudo os
isolados de cucurbitáceas foram pouco agressivos em pimentão (Ristaino, 1990).
Quanto à patogenicidade, Crossan et al. (1954), Kreutzer et al. (1940), Thompkins &
Tucker (1937) relataram que realmente isolados de cucurbitáceas inoculados em pimentão e
cucurbitáceas foram patogênicos comprovando assim sua habilidade polífaga de parasitismo.
Lee et al. (2001) estudaram a agressividade de nove isolados de P. capsici em
cucurbitáceas, detectando evidências de resistência quantitativa; a interação cultivar-isolado
foi observada somente em algumas cultivares, demonstrando especialização. Os isolados de
abóbora causaram mais doença em abóbora do que em pimentão.
Aos quatro dias após a inoculação de quatro isolados de P. capsici, Reifschneider et
al. (1986) observaram aparecimentos de variação da expressão de sintomas em genótipos
resistentes demonstrando-se assim a variação de agressividade dentro do táxon.
Efeitos de P. capsici em frutos de pimentão
A suscetibilidade de frutos de pimentão é reduzida com o amadurecimento de frutos.
O comprimento da lesão sofre um decréscimo em fruto verde de 14,1 mm.dia
-1
para 10,7
mm.dia
-1
em frutos vermelhos. A taxa de alongamento da lesão variou de 9,6, 5,9 e 2,7
38
mm.dia
-1
para frutos imaturos verdes, maduros verdes e frutos vermelhos, respectivamente.
Não existe em frutos vermelhos de pimentão a presença de inibidores químicos, pois o
crescimento micelial ocorreu em maior intensidade sob extratos de pimentão vermelho, sendo
este crecimento explicado pelo conteúdo de açúcar deste fruto. A espessura da cutícula
aumentou de frutos imaturos verdes de 12 mm para 54 mm em frutos maduros vermelhos. A
atividade da peroxidase na região cuticular foi aumentada funcionando como uma barreira à
infecção. Assim a espessura da cutícula é um fator de resistência a P. capsici em frutos
maduros (Biles et al., 1993). Observou-se em ensaios (dados não registrados) o sintoma de
apodrecimentos de frutos de muitas hortaliças aos seis dai, e algumas destas são comumente
observadas em literatura (pimentão, abóbora, berinjela, pepino e até mesmo tomate) e outras
de ocorrência pouco observada (cenoura, maçã, chuchu e jiló). A sintomatologia de frutos
infectados por P. capsici pode ser observada na Figura 1.2.
39
Figura 3. Sintomatologia de um isolado de Phytophthora (Pcp 65) em frutos de hortaliças aos
6 dias após a inoculação (dai). A. pimentão, B. abóbora, C. berinjela, D. tomate, E. pepino, F.
chuchu, G. cenoura, H. jiló, I. maçã.
A
B C
D
E
F
G
H
I
40
Caracterização Molecular
Espécies diferem entre si por modificações na molécula de DNA, devido às mutações,
tais como substituições de bases, inserções translocações e deleções. Os genes compreendem
uma pequena porção do DNA total e estão sob pressão de seleção para responder às mudanças
ambientais. A maioria das modificações que diferenciam os indivíduos, em nível de seu
DNA, ocorrem em regiões não codificadoras, que estão livres deste tipo de seleção (Liu,
1977).
O desenvolvimento de técnicas bioquímicas e moleculares tem aumentado a
habilidade de identificar isolados desconhecidos, detectar, classificar e avaliar a variabilidade
genética entre e dentro de espécies de Phytophthora e melhor delimitar os táxons de
Phytophthora existentes (Zang et al., 2004). Entre as técnicas de potencial uso destacam-se a
análise de isoenzimas, sorologia, RFLP, PCR (“Polymerase Chain Reaction”) e suas
variações, incluindo “Sequence Characterized Amplified Regions” (SCARs) ou “Amplified
Specific Amplicon”(ASA), Microssatélites (SSR =“Simple Sequence Repeats”), “Sequence
Tagged Sites”( STS), “Amplified Fragment Length Polimorphism” (AFLP), “Repetitive DNA
Sequence PCR” (rep-PCR), “Single-stranded Conformational Polymorphisms”(SSCP) e
análise de DNAs ribosomal e mitocondrial (rDNA e tDNA-PCR, além de, “Amplified
Ribosomal DNA Restriction Analysis (ANDRA) (Foster et al., 1990; Goodwin et al., 1990a;
Goodwin et al., 1990b; Hwang et al., 1991; Lee & Taylor, 1992; Lee et al., 1993; Miller et
al., 1994; Cooke & Duncan, 1997; Miller et al., 1997; Lamour & Hausbeck, 2003; Oudemans
& Coffey, 1991; Panabiéres et al., 1989; Silvar et al., 2006).
O uso de sorologia foi utilizado para identificação de isolados de P. cinnamomi
(Benson, 1991). Análise do polimorfismo de elementos repetitivos do DNA também tem sido
utilizada para identificação de espécies de Phytophthora (Panabieres et al., 1989). O conteúdo
de GC é um parâmetro importante para caracterização do gênero Phytophthora, sendo que P.
parasitica (=P. nicotianae) o conteúdo foi de 49 % (Storck & Alexopoulos, 1970), para P.
41
infestans foi de 47,5 (Clark et al., 1968) e para P. megasperma o conteúdo foi de 48% (Mao
& Tyler, 1991). Storck & Alexopoulos (1970) relataram que o conteúdo de GC de 10 outras
espécies de Phytophthora variou de 49 a 58%.
Utilizando marcadores AFLP Lamour & Hausbeck (2003) identificaram isolados de P.
capsici de campos produtores de hortaliças nos EUA, identificando diferenças genéticas entre
isolados de localidades diferentes.
Lamour & Hausbeck (2002) observaram que 35 % da diversidade do total das
populações de P. capsici do Michigan, EUA, foram encontradas entre populações e 65 % foi
encontrado dentro de uma população. Lamour & Hausbeck (2001 e 2003) reconheceram
linhagens clonais de isolados de P. capsici no estado de Michigan, EUA, Lamour & Hausbeck
(2001)
Utilizando marcadores RAPD, Silvar et al. (2006) estudaram 16 isolados de P. capsici
originários da Espanha em três grupos. No Brasil, Faleiro et al. (2003) e Luz et al. (2003)
também utilizaram marcadores RAPD para identificar variabilidade de isolados de
Phytophthora (capsici e palmivora), separando os isolados em grupos.
Islam et al. (2005), estudaram a variabilidade genética de 24 isolados de P. capsici
utilizando marcadores RAPD em Michigan, EUA. Ducamp et al. (2004) utilizaram marcador
RAPD para analisar a diversidade de isolados de Phytophthora incidentes sobre cacau. Pane
et al. (2000) em isolados de Phytophthora que causam podridão do colo em tomateiros do sul
da Itália, analisaram a diversidade dos isolados de P. capsici, P. nicotianae e P. criptogea
utilizando marcadores moleculares. English et al. (1999) utilizaram marcadores RAPD para
identificar as espécies de Phytophthora em híbridos originados por fusão de zoósporos. Zheng
e Ward (1998) utilizaram marcadores RAPD para estudo da diversidade de 39 isolados
pertencentes a seis grupos morfológicos que confirmando assim o agrupamento de isolados de
Phytophthora de citrus (maioria) em seu grupo morfológico. Em todos esses trabalhos, os
42
isolados foram separados em grupos análogos com suas hospedeiras de origem, havendo
variações para alguns isolados.
O marcador SSCP do rDNA foi utilizado para identificação de 282 isolados em 29
espécies de Phytophthora, destacando que os padrões obtidos, permitem uma identificação
rápida e de baixo custo (Kong et al., 2003).
A análise de dados de seqüências de DNA de regiões que codificam o rRNA tem sido
uma poderosa ferramenta para compreender a taxonomia de Phytophthora (Lee & Taylor,
1992; Crawford et al., 1996; Cooke et al., 2000). A partir de 24 isolados quatro sondas da
região ITS foram desenvolvidas por Lee et al. (1993), para distinção específica de P. capsici,
P. cinnamomi, P. megakarya e P. palmivora, além de outras 15 sondas complementares
identificadas anteriormente por Lee & Taylor, (1992), menos específicas, contudo excelentes
para detecção do táxon mais genérico – Phytophthora sp.
Chowdappa et al. (2003) amplificaram a região ITS e digeriram através de enzimas de
restrição os isolados de Phytophthora de coqueiro, seringueira e “areacanut” da Indonésia,
Índia, Sri Lanka, e verificaram a presença de P. capsici, P. arecae, P. nicotianae, P.
palmivora e P. meadii. Alguns isolados apresentavam padrões de espécies idênticos. Hong et
al. (1999) analisaram 59 isolados coreanos de Phytophthora (15 espécies) utilizando
“amplicons” das regiões ITS, e estes foram digeridos com enzimas de restrição, que
resultaram em padrões específicos para as espécies, com exceção de algumas como P. sojae e
P. erythroseptica tiveram o mesmo padrão de bandas. Foi possível agrupar os isolados
coreanos em três grupos genéticos com base nos padrões apresentados. Assim sugere-se que o
PCR-RFLP de regiões do rDNA utilizando determinadas enzimas de restrição pode ser usado
para diferenciar ou identificar espécies de Phytophthora.
Outra aplicação da utilização de técnicas moleculares foi a clonagem de regiões do
DNA específicas para duas espécies do gênero que permitiram a identificação de P. parasitica
e P. citrophthora (Goodwin et al., 1990).
43
O primer PCAP foi desenvolvido para detectar P. capsici em amostras de tecidos de
plantas e no solo (Lee et al., 1993; Ristaino et al., 1998).
Marcadores rDNA nuclear
Estudos comparativos das seqüências nucleotídicas de genes do RNA ribossomal
(rDNA) permitem analisar e classificar os isolados com base filogenética em vários níveis
taxonômicos (White et al., 1990). Estes estudos têm elucidado a ligação evolucionária de
muitas espécies de oomycetos (Crawford et al., 1996; Erwin & Ribeiro, 1996; Ristaino et al.,
1998; Cooke et al., 2000; Appiah et al., 2004).
Os genes nucleares rDNA, existem como uma família de genes de cópias múltiplas,
presentes em 60 a 220 cópias em um genoma haplóide de fungo. Essas cópias constituem
seqüências de DNA altamente similares (tipicamente 8-12 kb cada) organizadas lado a lado.
Os quatro genes dos RNAs ribossômicos com diferentes níveis de sedimentação (5S, 5.8S,
18S e 28S) fazem parte de uma mesma unidade de transcrição. Em cada unidade de
transcrição as regiões codificadoras são separadas por regiões espaçadoras internas (Internal
transcribed spacer = ITS). A região ITS 1 separa os transcritos para os genes 18S e 5.8S e o
ITS 2 separa os transcritos para os genes 18S e 5.8S (Figura 3). As múltiplas unidades de
transcrição são separadas por regiões espaçadoras intergênicas (Intergenic Spacers = IGS). As
regiões codificadoras são altamente conservadas entre diferentes espécies e gêneros, enquanto
as regiões ITS e IGS apresentam maior variabilidade de seqüência, sendo amplamente
utilizadas em estudos de sistemática molecular (Vilgalys & Gonzalez, 1990; Ferreira &
Grattapaglia, 1995; Berthier et al., 1996).
A região ITS é a região mais seqüenciada em fungos, Phytophthora (Palloix et al.,
1988; Lee & Taylor, 1991; Lee et al., 1993; Foster et al., 2000; Ordoñez et al., 2000; Zhang et
al., 2004) devido ao elevado nível de variação, maior que o das regiões SSU “Small Subunit”
e LSU “Large Subunit” do rDNA.
44
O grau de variabilidade nas seqüências de rDNA, pode ser usado na classificação
específica e subespecífica.
Figura 4. Esquema dos três genes do rDNA e regiões de espaçamento interno (ITS) e
intergênicas (IGS), e as setas representam primers universais que amplificam regiões
codificantes e não codificantes (White et al., 1990).
Vários autores estudaram a região ITS de espécies de Phytophthora (Lee & Taylor,
1991; Lee et al., 1993; Ordoñez et al., 2000; Foster et al., 2000; Zhang et al., 2004).
Appiah et al. (2004) analisaram 161 isolados de Phytophthora oriundos de cacau e
identificaram quatro espécies, e entre estas, a análise das seqüências permitiu dividir os
isolados em dois grupos, sendo um representado por P. capsici e P. citrophthora e outro
representado por P. palmivora e P. megakarya. A comparação das seqüências com a literatura
publicada, sugeriu que os isolados de P. capsici de cacau pertenceriam à espécie P. tropicalis,
recentemente descrita infectando Cyclamen sp. e Dianthus sp.
Lee & Taylor (1992) ao estudarem a diversidade filogenética da região ITS de 27
isolados de Phytophthora (cinco espécies) observaram que existe uma maior similaridade
entre P. capsici e P. citrophthora do que isolados de P. palmivora e P. megakarya. A espécie
P. cinnamomi distinguiu-se grandemente das demais espécies.
Em cruzamentos “in vitro” de P. capsici x P. nicotianae a similaridade de seqüências
do rDNA com P. capsici do banco foi identificada com mais facilidade nos híbridos do que as
seqüências do banco de P. nicotianae (English et al., 1999).
Conceitos de patogenicidade, agressividade, virulência, período de latência e de
incubação.
18S
28S
5.8S
ITS1 ITS2
NS1
NS1 NS1 NS1 ITS5 ITS1
ITS6
NS2 NS4 NS8
ITS2 ITS4
NS6
18S
28S
5.8S
ITS1 ITS2
NS1
NS1 NS1 NS1 ITS5 ITS1
ITS6
NS2 NS4 NS8
ITS2 ITS4
NS6
IGS IGS
45
Neste trabalho os termos patogenicidade, agressividade e virulência foram utilizados
da seguinte forma: A patogenicidade é uma variável qualitativa, que é a propriedade de uma
espécie de patógeno que em interação com o hospedeiro, produz uma doença infeciosa,
ocasionando uma presença ou não da doença; a agressividade é a quantidade de doença
induzida pelo genótipo do patógeno em um determinado genótipo do hospedeiro suscetível
num período de tempo determinado (medida quantitativa). A virulência é uma variação
positiva ou negativa, inferior ou superior na expressão da patogenicidade dentro de uma
espécie de patógeno, ela serve para isolados da mesma espécie (medida qualitativa). O
período de latência (PL) é o período entre a inoculação (ou infecção, supostamente no
mesmo dia) e a esporulação (equivale ao período 'p' de VanderPlank, 1990). O perído de
incubação (PI) é o período entre a inoculação e o aparecimento de sintomas. Às vezes os PI e
PL quase coincidem, como no caso das ferrugens, por exemplo (Campbell & Madden, 1990;
Andrivon, 1993).
Resistência em Capsicum, Lycopersicon e Cucurbita.
No Brasil e no mundo, existem vários trabalhos visando à busca de genótipos
resistentes a P. capsici em abóboras (Henz & Lima, 1998; Henz & Lima, 1994; Henz et al.,
1994; Lima & Henz 1994; Lopes et al., 1999) e pimentões (Matsuoka, 1984; Ribeiro et al.,
1997; Ribeiro et al., 2003; Barksdale et al., 1984; Bosland & Lindsey, 1991), havendo poucos
programas de melhoramento visando estudos da reação em espécies de tomate (Paz Lima et
al., 2004).
Diferentes concentrações de inóculo demonstram resultados de imunidade e/ou
suscetibilidade de genótipos de pimentão a P. capsici. Em genótipos de pimentão
considerados suscetíveis, quando inoculados nas concentrações acima de 10
4
zoósporos.mL
-1
,
nenhuma planta permaneceu viva; e das inoculações realizadas no campo em genótipos
suscetíveis, escaparam da infecção na concentração de 10
4
zoósporos.mL
-1
(Reifschneider et
46
al., 1986). Ansani & Matsuoka (1983) quando estudaram o efeito da concentração de inóculo
na avaliação de genótipos, concluíram que 10
4
zoósporos.mL
-1
por planta é a quantidade
necessária para causar a morte de plantas suscetíveis, sendo as concentrações superiores,
recomendadas por Matsuoka (1984). Reifschneider et al. (1986), confimaram os resultados
das concentrações reduzidas, propondo os seguintes procedimentos para avaliação de
resistência a Phytophthora em pimentão: 1) utilização de isolado com moderada
agressividade; 2) isolados com abundante esporulação em meio de cultura; 3) utilização de
três mL de suspensão de zoósporos na base das plantas; 4) utilização de plantas com 35 dias
ou mais de idade, e 5) utilização de concentração de inóculo superior a 10
4
zoósporos.mL
-1
para casa de vegetação ou 10
5
zoósporos.mL
-1
para avaliação da resistência no campo.
No Brasil existem poucas opções de genótipos comerciais de pimentão, pimenta e
cucurbitáceas que combinem boas características agronômicas que apresentem níveis
adequados de resistência. No mercado brasileiro de sementes de hortaliças, atualmente quatro
empresas predominam, a saber: Sakata
®
, Agristar
®
, Seminis
®
, e Syngenta
®
. A empresa
Sakata
®
comercializa o “Híbrido F
1
Martha R” e “Pimentão Porta enxerto Silver” que são
cultivares de pimentão ditos resistentes e/ou tolerantes a P. capsici. Dentre todas as cultivares
de abóbora e tomate disponibilizadas comercialmente esta empresa não oferece cultivares
resistentes/tolerantes a P. capsici. A empresa Agristar
®
possui duas séries de cultivares, a
“Top Seed Premium” e a “Top Seed Garden”, e as duas séries não apresentam cultivares de
tomate a abóboras (incluindo abobrinhas) resistentes ou tolerantes a P. capsici. Já para
pimentão na primeira série apresenta como principais cultivares resistentes “Konan F
1
” e
“Konan R F
1
” e na segunda série as cultivares “All Big Tradicional” e “All Big Blue Line”. A
empresa Syngenta
®
não possui cultivares de tomate e abóboras (incluindo abobrinhas) ditas
resistentes ou tolerantes a P. capsici, já para pimentão as principais cultivares comercializadas
são “Reinger” e “Nathalie”. E por fim, a empresa Seminis
®
, não apresenta nenhuma cultivar
de abóbora, tomate e pimentão comercializados como resistentes ou tolerantes a P. capsici
47
(Syngenta, 2006; Sakata, 2006; Agristar, 2006 e Seminis, 2006). É importante citar que a
informação de resistência ou tolerância apresentada pelas cultivares citadas acima, foram
obtidas e divulgadas comercialmente pelas empresas.
Estudos de Resistência à P. capsici em pimentão
Os fatores que afetam a resistência a P. capsici em pimentão foram estudados por
muitos autores, tais como: idade da planta (Matsuoka, 1984,), tipo de isolado (Polach &
Webster, 1972), concentração de zoósporos (Ansani & Matsuoka, 1983) e método de
inoculação, sendo estes fatores os principais agentes que explicam as respostas diferenciais
das linhagens de pimentão (Reifschneider et al., 1986).
O primeiro estudo de resistência a P. capsici foi realizado em pimentão por Kimble &
Grogan (1960), mais tarde Guerrero-Moreno & Laborde (1980) e Matsuoka (1984)
detectaram algumas fontes de resistência. Alguns destes materiais tiveram a resistência
quebrada por isolados brasileiros (Reifschneider et al., 1986). Café Filho & Duniway (1995b)
mostraram que em condições muito favoráveis ao patógeno (excesso de irrigação), genótipos
com resistência incompleta comportam-se como suscetíveis. Da mesma forma genótipos
resistentes, inoculados no estádio juvenil (menos de 8 a 9 folhas), comportam-se como
suscetíveis (Reifschneider et al., 1986 e Café Filho & Duniway, 1996). No Brasil Kobori et
al. (2000) avaliaram 11 linhagens de pimentão quanto à resistência a P. capsici, sendo que as
linhagens AF-1914L, AF1916L, AF1947L e SCM 334 apresentaram os menores números de
plantas sintomáticas nas mais altas concentrações de inóculo, sendo indicadas como
potenciais porta-enxertos de híbridos em solos infestados por P. capsici.
Diversos trabalhos demonstraram que a resistência juvenil não ocorre em pimentão-
suscetível, confirmando os resultados encontrados por Pochard & Chambonet (1971); Pochard
et al. (1976) e Matsuoka (1984). Para pimentão as plantas são resistentes quando apresentam
seis folhas (Pochard & Chambonet, 1971), ou oito folhas (Café Filho & Duniway, 1995) aos
48
40 dias após o plantio (Pochard et al., 1976) e 31 dias após o plantio (Reifschneider et al.,
1986; Matsuoka, 1984). Ribeiro et al. (2003) relataram que a resistência a P. capsici
genótipo-específica, não é hospedeira-específica em Capsicum.
Ortega et al. (2003) citaram o genótipo “Criollo de Morellos”, como boa fonte de
resistência a P. capsici (linhagem SCN-334), sendo boa proposta para introgressão de genes
em programas de melhoramento de pimentão.
Ribeiro et al. (1983) registraram que de 363 genótipos de Capsicum, nove de C.
annuum e um de C. parviflorum foram classificados como resistentes.
Na China, Jianhua et al. (1998) estudaram a resistência de 1075 acessos de Capsicum
annuum sendo identificados 77 genótipos altamente resistentes (5%) merecendo destaque os
acessos Chaotian, Sweet pepper, Niujiao, Yangjiao, Xian, Jian e Shizi. Foram observadas
diferenças significativas de resistência entre acessos de Niujiao originários de diferentes
regiões geográficas.
Alao & Alegbejo (1999) relataram que, a resistência durável de genótipos a P. capsici
pôde ser quebrada por um longo período de exposição da planta ao patógeno. Ao final da
avaliação todas as linhas de pimentão locais foram suscetíveis ao patógeno com exceção do
genótipo U-Kimba, que apresentou de 0-8,3% de mortalidade.
Atualmente existem muitos trabalhos de busca de genes de resistência, como uma
ferramenta importante no melhoramento molecular, como exemplo, tem-se a busca de genes
de resistência, como foram os trabalhos de Kim et al. (2004) que identificaram genes de
resistência a P. capsici em retrocruzamentos de pimentão e como Egea-Gilabert et al. (2003)
que identificaram genes de resistência a P. capsici em pimentão na Espanha.
No Brasil os principais centros de pesquisa sobre resistência de Capsicum a P. capsici
são aqueles que detém o maior número de acessos em suas coleções. Os principais grupos
distribuem-se no Estado de São Paulo, Minas Gerais e Brasília. Em Brasília, A Embrapa
49
Hortaliças vem a 20 anos desenvolvendo linhas de Capsicum com resistência múltipla a
doenças (Ribeiro et al., 2003).
Estudos de Resistência a P. capsici em Tomate (Lycopersicon spp.)
Segundo Kreutzer & Bryant (1946) existem mais de 100 variedades comerciais de
tomate com resistência a podridão do fruto por P. capsici. O primeiro trabalho de avaliação da
reação de genótipos de tomate a P. capsici foi realizado por Satour & Butler (1967). Mais
recentemente, Hartman et al. (1991) avaliou a suscetibilidade de 14 linhagens de tomateiro a
P. capsici.
No Brasil existem poucas avaliações da reação de genóticos de Lycopersicon, quanto a
resistência a podridão do colo causada por P. capsici. Em muitos campos a incidência da
doença é baixa, ocasionamdo um baixo nível da perdas causadas à cultura, principalmente
quando compadas aos efeitos da requeima. Contudo nas últimas safras de tomate industrial,
irrigado com pivô central, tem ocasionado perdas expressivas na região do centro-oeste
brasileiro.
Estudos de Resistência a P. capsici em Abóboras (Cucurbita spp.)
Com relação às cultivares disponíveis no mercado brasileiro, além dos relatos de
surtos da doença, somente é mencionada a resistência de algumas cultivares de abóbora e
moranga, por exemplo, as cultivares “Menina Brasileira” e “Caravela” (C. moschata) são
mais tolerantes a P. capsici do que as cultivares “Exposição” e “IAC Coroa” (C. maxima)
(Poltronieri, 1986).
No Brasil, a doença é considerada uma das mais graves para as cucurbitáceas, sendo
verificada perdas nos Estados de São Paulo, Minas Gerais, Goiás, Santa Catarina e Distrito
Federal (Cruz Filho & Pinto, 1982; Azevedo & Silva, 1986; Brune & Lopes, 1994). No país,
estudos de resistência a P. capsici em todas as espécies comerciais de cucurbitáceas são
50
escassos, contudo Henz & Lima (1998) concluíram que a maior parte dos genótipos são
suscetíveis, destacando cultivares de pepino como resistentes; Henz et al. (1994) que
verificaram a resistência da polpa de frutos em genótipos de abóbora.
Nos Estados Unidos a resistência a P. capsici em Cucurbita foi estudada por
Tompkins & Tucker (1941), Crossan et al (1954), Chellemi & Sonoda (1983), Ristaino
(1990), Kreutzer et al. (1940), e em C. pepo por McGrath et al. (1996).
No Japão, Kuginuki et al. (1986) e Kuginuki et al. (1994), e no Irã Alavi & Strange,
1982 estudaram a suscetibilidade de cucurbitáceas a P. drechsleri e Mansoori & Banihasheimi
(1982) estudaram no Irã 116 cultivares de melão, pepino, abóboras e melancia quanto à
suscetibilidade a P. drechsleri (outra importante espécie de Phytophthora que infecta
cucurbitáceas), e concluíram que as espécies de C. melo foram mais suscetíveis, e C. pepo
foram mais resistentes.
Informações a respeito da localização das fontes de resistência e a diversidade genética
contida no germoplasma de abóboras e morangas (Cucurbita maxima e C. moschata) para
resistência à murcha-de-fitóftora, são ainda muito limitadas, embora se saiba que a
disponibilidade de fontes de resistência é muito restrita, especialmente em C. maxima.
51
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60
CAPÍTULO 1
CARACTERIZAÇÃO FENOTÍPICA E MOLECULAR DE ISOLADOS
DE Phytophthora capsici DE HORTALIÇAS
61
RESUMO DO CAPÍTULO 1
Caracterização fenotípica e molecular de Phytophthora capsici de hortaliças.
A diversidade de isolados brasileiros de Phytophthora foi estudada usando-se marcadores
fenotípicos e moleculares, assim como suas inter-relações. A partir de uma coleção de 193
isolados oriundos de pimentão, tomate, abóbora, berinjela, jiló, cacau, pimenta do reino,
seringueira, originários das cinco regiões geográficas do Brasil, fez-se a caracterização
morfológica das estruturas sexuais e assexuais dos isolados, identificação do grupo de
compatibilidade, identificação da resistência a metalaxil, avaliação da patogenicidade,
agressividade e virulência dos isolados em frutos de pimentão e em plântulas de Capsicum
annuum e Lycopersicon spp., bem como seqüenciamento das regiões ITS e do gene 5.8S. O
esporângio de todos os isolados estudados foram piriformes clavados a limoniforme. O
comprimento do pedicelo foi de 38 a 45 µ, as colônias mostraram-se com formato estrelar a
rosiforme. A caracterização morfológica e fisiológica dos isolados demonstrou padrões de
comportamentos para P. capsici, sendo observado que para alguns isolados o comportamento
foi diferenciado. O grupo de compatibilidade mais frequente na coleção foi o A1. O grupo de
compatibilidade A2 foi mais freqüente na região Sul do Brasil. No Brasil possivelmente não
haja pressão de seleção tamanha a ponto de induzir nos campos de produção o cruzamento
sexual nas espécies de P. capsici identificadas. A maioria dos isolados mostraram-se sensíveis
a metalaxil sob baixas doses. As médias da concentração efetiva capaz de inibir o crescimento
em 50% obtida para a maioria dos isolados foi de 1,39 µg.mL
-1
para o isolados classificados
como sensíveis e 15,08 µg.mL
-1
para os isolados considerados de sensibilidade intermediária
a metalaxil. É possível que isto se deva ao fato de que no Brasil metalaxil não ser utilizado
indiscriminadamente para controle de oomicetos em lavouras. Isolados da região sul
apresentaram-se como menos sensíveis a metalaxil, sendo muitos isolados ajustados na classe
intermediária de sensibilidade. Todos os isolados analisados foram patogênicos em frutos de
62
pimentão, mas alguns isolados como os de seringueira mostraram sintomas menos evidentes.
A agressividade em frutos de pimentão não foi um indicador da especificidade do isolado ao
hospdeiros de origem. Todos os isolados inoculados foram virulentos em plântulas de
pimentão, contudo apresentaram agressividades variáveis entre as cultivares de pimentão e
tomate analisados. Os isolados foram altamente agressivos em genótipos de tomates incluindo
isolados oriundos de pimentão. O isolado oriundo de pimenta-do-reino (Pci 8) foi virulento,
contudo sua severidade foi menor plântulas de pimentão e tomate. Os resultados da maioria
das seqüências da região ITS 2 confirmaram dados morfológicos e moleculares, separando os
isolados em três grupos: 1) P. capsici, 2) P. nicotianae e 3) P. tropicalis. A homologia de
seqüências e a análise filogenética suporta a separação de P. tropicalis, P. nicotianae e P.
capsici, nos isolados analisados, sendo assim considerados importantes táxons causadores de
podridões do colo e frutos em hortaliças. A coleção de isolados foi caracterizada fisiologica e
morfologicamente, ajustando-se as medidas obtidas com as medidas descritivas da espécie P.
capsici; observou-se que a maioria dos isolados pertencem a um único grupo de
compatibilidade, não realizando nos campos produtores a reprodução sexuada; a maioria dos
isolados brasileiros são sensíveis a metalaxil; e a expressão da patogenicidade, agressividade e
virulência dos isolados ocorre de forma diferenciada quando realizam-se testes de
patogenicidade em frutos e plântulas; e por fim a análise de sequência da região ITS permitiu
separar os isolados em três grupos, confirmando para a maioria que se tratavam de isolados de
P. capsici.
Palavras-chaves: murcha de fitofitora, abóbora, pimentão, tomate,
63
ABSTRACT:
Phenotypic and molecular characterization of Phytophthora capsici on plants.
The diversity of Brazilian isolates of Phytophthora species obtained from many plants, was
studied using phenotypical and molecular markers. A group of 193 isolates from sweet
pepper, tomato, pumpkin, eggplant, jilo, cacao, black pepper, rubber, from five geographical
regions of Brazil, were characterized in terms of their sexual and assexual structures,
identification of mating types, metalaxyl resistance, evaluation of pathogenicity,
aggressiveness and virulence of isolates on fruit of sweet pepper and seedlings of Capsicum
annuum and Lycopersicon spp. and analysis sequence regions of ITS and gene 5,8S. The
morphological standards of sporangial was piriform clavate and lemoniform, the size of
pedicel was 38-45 µm, the kind of grown mycelia was stelate to rosiform. Prevailing mating
type frequency was A1, and the A2 mating type was more frequent on the Southern region.
Results indicate that sexual reproduction is presently rare in Brazil. Most isolates were
sensitive to metalaxyl in low dosages. Effective dosage for 50% inhibition of mycelial growth
was 1.39 µg.mL
-1
for isolates classified as sensitive, and 15.08 µg.mL
-1
for isolates grouped
as of intermediate sensitivity to metalaxyl. No isolate was classified as resistant. High
prevalence of sensitive isolates may be due to the fact that in Brazil metalaxyl was not as
widely used as a single active principle against oomycetes, as in other countries were
resistance is more commonly found. Southern region isolates were the least sensitive to
metalaxyl. All isolates tested were pathogenic to sweet pepper fruits, but some (as the Hevea
brasiliensis isolate) were less aggressive. Generally, however, aggressiveness to sweet pepper
fruits had no relation to the host from which the isolate was originally found. All isolates were
pathogenic to sweet pepper plantlets, but varied in their aggressiveness to pepper and tomato
cultivars. All isolates were highly aggressive to tomato genotypes, including the isolates from
sweet pepper. The isolate from Piper nigrum (Pci 8) was virulent to tomato and pepper
64
plantlets, but its aggressiveness was lower than the others. ITS 2 sequencing confirmed
morphological data, separating the isolates in three taxa: 1) P. capsici, 2) P. nicotianae and 3)
P. tropicalis. Sequence homology and phylogenetic analysis supported separation of P.
tropicalis, P. nicotianae and P. capsici, and the majority of isolates was identified as P.
capsici. All three species are classified as crown and fruit pathogens of vegetable crops.
Pathogenicity, aggressiviness and virulence of isolates was different in fruits and plantlets.
Key-words: Phytophthora wilt, squash, sweet pepper, tomato, metalaxyl.
65
1.1. INTRODUÇÃO
A murcha de fitóftora causada por Phytophthora capsici (Classe Oomicetes) é uma das
mais importantes doenças da cultura do pimentão (Capsicum annuum), ocasionando severas
perdas econômicas no Brasil e no mundo. Devido à natureza polífaga da espécie muitos
registros de novos hospedeiros são encontrados em literatura. Este patógeno infecta todos os
órgãos vegetais podendo ser disseminado pela água de superfície no filoplano, via respingo de
chuva e irrigação ou via água corrente oriunda da chuva ou irrigação. O patógeno possui
ciclos de vida sexual e assexual, que podem ou não (mais freqüente) aparecerem
conjuntamente nos campos produtores, resultando assim, uma imensa dificuldade de manejo.
A doença possui distribuição espacial predominantemente agregada nos campos produtores e
nos estágios iniciais diversos focos da doença podem ser observados (Ristaino & Johnston,
1999).
As principais revisões sobre o gênero de Phytophthora foram publicadas por
Waterhouse (1963) e (1970); Newhook et al. (1978); Ribeiro (1978) e Stamps et al. (1990).
Nestas revisões as espécies são classificadas com base em características morfológicas, tais
como papilação e caducidade do esporângio; forma de agregação do anterídio e
compatibilidade sexual; temperatura de crescimento e esporulação em cultura; especificidade
a hospedeiros e alguns caracteres fisiológicos e patogênicos. Contudo existem muitas
incertezas quanto a classificação morfológica na identificação de muitas espécies tal como
nos complexos P. megasperma e P. palmivora (Zhang et al., 2004).
Satour & Butler (1968) e Polach & Webster (1972), relataram alguma especificidade a
planta hospedeira de isolados de P. capsici infectando pimentão e tomate. No entanto,
trabalhos posteriores não confirmaram essas observações, mostrando uma natureza polífaga e
cosmopolita da espécie.
Isolados de Phytophthora obtidos de cacau e pimenta do reino originalmente
designados como P. palmivora MF4, foram renomeados como P. capsici de acordo com o
66
conceito de espécie (diferente de Leonian, 1922) de Alizadeh & Tsao (1985) e Mchau &
Coffey (1995). Recentemente estes isolados juntamente com isolados de P. capsici de
macadâmia, (Kunimoto et al., 1976) foram separados daqueles isolados patogênicos de
pimentão, tomate, berinjela e abóboras, descrevendo uma nova espécie denominada de P.
tropicalis Aragaki et Ukida (Aragaki & Ukida, 2001). Esta nova espécie foi descrita com base
na análise de isoenzimas e tamanho de pedicelos. O primeiro grupo de P. capsici possui
esporângios mais largos, relação comprimento largura menor que 1.8, base do esporângio
arredondada, ausência da produção de clamidósporos 35 ºC, e é patogênico a Capsicum. O
segundo grupo foi designado como uma espécie nova Phytophthora tropicalis, que distingue-
se de P. capsici por possuir esporângio mais estreito e menor que 26 μm de diâmetro, e a
relação C/L é maior que 1,8, a base do esporângio é cônica, há pouco crescimento de
clamidósporos à 35
o
C e apresenta fraca ou nenhuma virulência em Capsicum. Para a
taxonomia clássica as características morfométricas de esporângios de P. capsici tem um
significativo valor taxonômico para distinção de grupos dentro da espécie (Aragaki & Uchida,
2001). Phytophthora tropicalis e P. capsici possuem alguns atributos morfológicos e
fisiológicos similares tais como esporângio com longo pedicelo, descíduos em água, o
oogônio com anterídio anfígeno, os quais são produzidos heterotalicamente (Zhang et al.,
2004).
Embora limitados, estudos não constataram a ocorrência simultânea de grupos de
compatibilidade de P. capsici em campos produtores do Brasil ficando restritos aos trabalhos
de Rêgo & Reifschneider (1982) e Marque et al. (1999). English et al. (1999) citaram que a
ocorrência simultânea de ambos os grupos de compatibilidade num mesmo campo produtor é
pouco frequente, assim a variabilidade genética originária do cruzamento sexual é rara.
O uso de dados de seqüências de DNA ribossomal tem sido uma poderosa ferramenta
para compreender a taxonomia e filogenia de Phytophthora intra (Crawford et al., 1996 e
Cooke et al., 2000) e interespecífica (Lee & Taylor, 1992).
67
Neste capítulo os isolados de P. capsici oriundos de vários hospedeiros e regiões
geográficas do Brasil, serão caracterizados com base em marcadores morfológicos e
fisiológicos, identificação do grupo de compatibilidade, avaliação da sensibilidade a
metalaxil, avaliação da patogenicidade, virulência e agressividade em frutos e plântulas de
Capsicum annuum e Lycopersicon sp., e seqüenciamento da região ITS do rDNA e 5.8S do
rDNA.
68
1.2. MATERIAIS E MÉTODOS
1.2.0. Isolados de Phytophthora spp.
Os 193 isolados oriundos de culturas monospóricas (82 de pimentão, 30 de tomate, 40
de abóbora, 21 de berinjela, 08 de cacau, 03 de jiló, 01 de pimenta do reino, 01 de mandioca,
01 de pepino, 02 de seringueira), identificados preliminarmente como P. capsici, fazem parte
da Coleção de Fungos da Embrapa Hortaliças, em Brasília, Distrito Federal. A Tabela 1.1
mostra a origem e hospedeiras dos referidos isolados.
1.2.1. Caracterização morfológica e fisiológica
Produção de esporângios (estruturas assexuais): Os isolados foram cultivados em meio de
tomate-ágar ([20%] - 6 g ágar, 1,5 g CaCO
3
, 100 mL suco de tomate Superbom Temperado,
400 mL de água destilada), em incubadora, 24 horas a 18 ºC no escuro (Câmara incubadora
Incubata SSU-R10Dm, Ikeda Rica), e nos seis dias subsquentes a 25+2
o
C sob luz contínua
(Câmara de crescimento com regulação de fotoperíodo e termoperíodo Eletrolab). Após este
período preparou-se lâminas semi-permanentes. Para os isolados que não esporularam,
depositou-se fragmentos de meio de cultura, contendo o micélio fúngico, em placas de Petri
contendo suspensão de meio de cultura líquido (dois mL meio suco de cenoura (SC) e oito
mL de água destilada e esterilizada (AD). As placas de Petri contendo a suspensão de suco de
cenoura e os discos de micélio imersos na solução foram levadas para câmara de incubação
(25+2
o
C sob luz contínua) por um período de três dias. Nestas condições ocorreu farta
produção de esporângios, sendo assim preparadas às lâminas semi-permanentes dessas
estruturas assexuais.
Produção de oogônios (estruturas sexuais): Após pareamento em meio de tomate-ágar (sob
luz contínua, a +26 ºC, pelo período de 7 a 10 dias) com isolados padrões (Pcp 42-A1 e Pct 2-
A2), foram coletados os oogônios nas regiões onde ocorreu a produção dos gametângios e
preparadas lâminas semi-permanentes.
69
Morfologia e Morfometria de estruturas vegetativas e sexuais: para cada isolado foram
avaliados 50 esporângios em microscópio composto utilizando uma ocular micrométrica.
Foram feitas medidas de comprimento (C) e a largura (L) de esporângios, o comprimento da
papila (C
L
) e o comprimento do pedicelo (C
P
). Além disso, avaliou-se o formato dos
esporângios, presença de papila, tipo de colônia, sendo depois calculada a relação
comprimento/largura (C/L) do esporângio. Mediu-se também o diâmetro do oogônio (D
og
) e
do oósporo (Dos). Cinquenta esporângios foram classificados quanto à forma com base em
Erwin & Ribeiro (1996).
Características fisiológicas “in vitro”: Foi medido o diâmetro de colônia durante o período
de 10 dias, em meio de cultura tomate-ágar com concentração de 20 % (ST
20%
), a cada dois
dias para posterior cálculo da taxa de crescimento entre isolados por regressão linear. O
parâmetro area abaixo da curva de progresso do crescimento micelial (AACPCM) foi
calculada para cada isolado (Shaner & Finney, 1977). Após 10 dias foi também observado o
tipo de colônia formada pelo isolado (petalóide concêntrica, crisantêmica, rosiforme e
estrelada – segundo Erwin & Ribeiro, 1996).
Análise dos dados: Para todos os dados, foram verificadas as premissas exigidas em testes
paramétricos, tais como: a normalidade, presença de valores discrepantes (“outliers”) e
homocedasticidade (Zar, 1999), antes da análise de variância usando-se o “Statistical Analysis
Systems” (SAS Institute, Inc. Cary, NC.).
Fez-se teste de comparação de médias quando se rejeitou a hipótese de nulidade dos
efeitos dos tratamentos. Os valores foram analisados utilizando os seguintes procedimentos do
“Statistical Analysis Systems” (SAS Institute, Inc. Cary, NC.): PROC GLM para análise de
variância, PROC DISCRIM, para análise discriminante e PROC PRINCOMP para análise de
componentes principais visando separação e diferenciação dos isolados.
70
1.2.2. Identificação de grupos de compatibilidade
Cento e trinta isolados oriundos de vários estados do Brasil foram pareados em meio
de cultura suco de tomate temperado (STt) para observação dos cruzamentos intraespecíficos.
O tipo de compatibilidade de cada isolado foi determinado “in vitro” com os isolados padrões
Bahamas (A1) e KM (A2) (Tabela 1.1, isolados n
o
28 e n
o
84). A área da placa de Petri
contendo meio de cultura foi dividida em quatro partes equidistantes, em duas delas foram
adicionados discos de micélio do isolado de grupo de compatibilidade desconhecido e nas
outras duas foi depositado disco de micélio (6 mm) dos padrões A1 e A2, segundo Rêgo &
Reifschneider (1982). Após sete a dez dias, observou-se a presença de oogônios na
intersecção entre os micélios de tipo desconhecido e um dos padrões a seu lado. A formação
de oogônios ocorre na intersecção entre duas culturas de isolados pertencentes ao mesmo
grupo de compatibilidade. A confirmação foi feita com o auxílio de um microscópio
estereoscópico.
1.2.3 Resistência a metalaxil
A sensibilidade a metalaxil foi avaliada em 96 isolados representativos de várias
regiões do país e de diferentes plantas hospedeiras (Tabela 1.1). O teste foi realizado em lotes
de oito isolados, transferindo discos de micélio (diâmetro de 10 mm) para placas de Petri
contendo meio ST
10%
suplementado com doses crescentes (0; 0,1; 1; 10; 100 μg.ml
-1
) de
metalaxil em delineamento inteiramente casualisado com duas repetições por concentração. A
unidade experimental foi constituída de uma placa de cada isolado com cada concentração de
fungicida. As placas foram incubadas a 22ºC no escuro. Aos dois, quatro e seis dias de
incubação (dai), foi mensurado o diâmetro da colônia (mm nas duas direções), e calculada a
porcentagem de crescimento em relação ao diâmetro das placas controle (sem metalaxil). Foi
também estimada a concentração efetiva de metalaxil capaz de inibir em 50% o crescimento
micelial (EC
50
). O EC
50
foi calculado com base na porcentagem de crescimento de cada
isolado nas diferentes concentrações do fungicida quando comparados ao crescimento nas
71
placas sem metalaxil, após regressão dos valores das porcentagens de crescimento (x) versus
o log da concentração de fungicida (y).
Com base nos valores de EC
50
e nas porcentagens de crescimento obtidos das
concentrações de 10 e 100 ppm de metalaxil, os isolados foram classificados em três níveis de
sensibilidade ao metalaxil segundo três critérios. O primeiro critério desenvolvido e adotado
neste trabalho apresenta três classes: 1) sensíveis – porcentagem de crescimento em 100 ppm
de metalaxil com amplitude de 0 a 20 % do controle, 2) intermediários – porcentagem de
crescimento em 100 ppm de metalaxil de 20 a 80 % e 3) resistentes – porcentagem de
crescimento em 100 ppm de metalaxil acima de 80 %. No segundo critério, sugerido por
Shattock et al. (1990), foram classificados em: 1) sensíveis – porcentagem de crescimento em
100 ppm de metalaxil com amplitude de 0 a 10 % do controle, 2) intermediários –
porcentagem de crescimento em 100 ppm de metalaxil de 11 a 60¨% e 3) resistentes –
porcentagem de crescimento em 100 ppm de metalaxil acima de 60 %. No terceiro critério,
baseado em Parra e Ristaino (2001), foram classificados em: 1) sensíveis – porcentagem de
crescimento em 10 ppm de metalaxil com amplitude de 0 a 10 % do controle, 2)
intermediários – porcentagem de crescimento em 10 ppm de metalaxil de 11 a 60¨% e 3)
resistentes – quando sempre que a porcentagem de crescimento em 100 ppm de metalaxil
acima de 60 % (desconsiderando as duas classes anteriores se esta for satisfeita).
Análise dos dados: calculou-se as porcentagens de crescimento para todas as
dosagens de metalaxil, nas três avaliações realizadas em seis dias. Também calculou-se a área
abaixo da curva de progresso do crescimento micelial (AACPCM) dos controles para
caracterização dos isolados. A EC
50
foi calculada
través de análise de regressão.
1.2.4. Avaliação da patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados.
A patogenicidade, agressividade e virulência (sensu Andrivon, 1993), foram estimadas
em dois experimentos de inoculação em frutos de pimentão e em plântulas de representantes
de grupos de resistência de pimentão e tomate.
72
1.2.4.1 Agressividade em frutos de pimentão
Frutos de pimentão verde oriundos do comércio local, de formato cônico e alongado,
sofreram perfurações de dois mm de diametro e 10 mm de profundidade, aos quais foi
submetido o inóculo constituído por discos de micélio de seis mm de diâmetro. Os frutos
inoculados foram incubados à temperatura ambiente em recipientes fechados forrados com
papel de filtro e contendo um chumaço de algodão umedecido, formando assim uma câmara
úmida. Foram realizadas três repetições por isolado, sendo cada repetição constituída por um
fruto, em um único ponto de inoculação. Foi avaliado diariamente o comprimento (C) da
lesão durante o período de seis dias após a inoculação (dai), contudo os cinco lotes de
avaliação foram avaliados com intervalos diferenciados: lote 1 avaliados de 1 a 5 dai, lote 2
avaliados durante os dias 1, 2, 3, 5 e 7 dai, lote 3, 4 e 6 foram avaliados durante os dias 1, 2, 3,
4 e 6 dai.
Os fatores analisados foram os isolados e os dias de avaliação, utilizando como
variável o comprimento da lesão e área abaixo da curva de progresso do comprimento da
lesão (AACPL). O cálculo da área abaixo da curva seguiu metodologia sugerida por Campbell
& Maden (1990). Utilizando o programa SAS for Windows, através da análise multivariada
dos valores de comprimento de lesão (mm), aos seis dias de avaliação (considerados como
variáveis), utilizando a medida de similaridade UPGMA, e utilizando procedimento PROC
“fast class” separou-se os isolados em grupos de reação, e com auxílio dos valores de AACPL
os isolados foram classificados em AA-altamente agressivos, MA-moderadamente agressivos
e FA-fracamente agressivos.
1.2.4.2 Agressividade e virulência em plântulas de pimentão e tomate.
Os genótipos de pimentão utilizados foram CNPH 148 (“Criollo de Morellos”,
resistente), CNPH 192 (“Yolo Wonder”; suscetível) e CNPH 173 (derivado de Criollo de
Morellos, de resistência intermediária) e os de tomate foram CNPH 409 (Lycopersicon
pennellii - suscetível), CNPH 410 (Lycopersicon chilense – de resitência intermediária) e
73
Santa Clara (Lycopersicon esculentum - resistente), cultivados em bandejas de poliestireno,
com substrato Plantmax
®
, em casa-de-vegetação. Mudas apresentando 40 dias após o semeio
para pimentão e 25 dias para tomate, foram inoculadas via deposição no colo de plântulas de
três mL de suspensão (5.10
4
zoósporos.mL
-1
) de cada isolado avaliado. A incidência da
doença foi avaliada aos 2, 4 e 6 dai através da contagem no número de plântulas que
apresentavam sintomas pelo número total de plantas avaliadas na repetição (duas repetições).
Utilizaram-se cinco cultivares, com duas repetições compostas de cinco unidades
experimentais totalizando 50 plantas a serem testadas por isolado.
Preparo do inóculo: o inóculo utilizado consistiu de uma suspensão de zoósporos.
Para a obtenção de zoósporos adicionou-se água em placas contendo “esporulação” abundante
do patógeno (crescimento a luz contínua, placas não vedadas para oxigenação), representada
por micélio e esporângios. Estas foram colocadas à temperatura de 6 ºC (geladeira) por duas
horas, e logo após foram depositadas deixadas à temperatura ambiente, por 30 minutos. Os
zoósporos foram filtrados com o uso de gaze. A concentração dos mesmos foi estimada com o
uso de hematocitômetro e produzindo uma suspensão com concentração de 5.10
4
zoósporos.mL
-1
, segundo Ansani & Matsuoka (1983), Matsuoka (1984) e Reifschneider et al.
(1986). Para quantificação ao hematocitômetro, apanhou-se uma pequena fração da suspensão
de zoósporos e aqueceu-se a alíquota para impedir a motilidade durante a leitura.
Variáveis e parâmetros medidos: A incidência e severidade dos sintomas em
plântulas foram avaliadas a partir de dois dias após a inoculação (dai), a cada dois dias por um
período de três semanas. A severidade foi estimada utilizando uma escala que varia de 0-4
onde, 0 = sem sintomas, planta vigorosa, 1 = raízes ligeiramente escurescidas, pequeno
escurescimento do caule, plantas vigorosas, 3 = pequenas lesões no caule, raízes escurecidas,
com sintomas no caule, redução do diâmetro do colo verificando-se pequeno colapso ou
torção basal, planta sob a posição vertical, 5 = caule colapsado, caído, 7 = caule colapsado
contendo grandes lesões, planta com sintoma de murcha, 9 = plantas mortas (Escala
74
modificada de Bosland & Lindsey, 1991). Ao final dos experimentos as plântulas
sintomáticas foram submetidas ao re-isolamento do patógeno para verificação da presença de
P. capsici.
Análise dos dados: Foi realizada ANOVA fatorial utilizando o procedimento PROC
GLM, dos fatores isolados, genótipos e interação. Em seguida para os casos em que se
rejeitou a hipótese de nulidade fez-se o teste Tukey para comparação das médias a 5% de
probabilidade.
1.2.5 Caracterização molecular utilizando seqüenciamento da região ITS 1, 5.8 S
e ITS 2 do rDNA.
Preparação do micélio
Oitenta isolados (listados na Tabela 1.18. e descritos na Tabela 1.1), foram cultivados
em meio suco de tomate, sob luz contínua num período de sete dias. Fragmentos do meio de
cultura contendo micélio (aproximadamente 1 x 1 x 2 mm) foram retirados da margem de
culturas, aos sete dias de idade, sendo adicionados em Erlemeyers contendo meio de cultura
líquido de ervilha (100 g de ervilha, 1,5 g CaCO
3
e 1 L água destilada), num volume de 100
mL por Erlemeyer de 250 mL. Após incubação por um período de 10 dias o micélio foi
coletado, retirado assepticamente e congelado a –70
º
C para conservação e posterior extração
de DNA.
Extração de DNA
O DNA de cada isolado foi obtido segundo protocolo modificado CTAB. Inicialmente
cerca de 5 mg de micélio congelado foi triturado em nitrogênio líquido. O micélio triturado
foi colocado num microtubo contendo 600 μl de CTAB 2X (2 μL de β-mercaptoetanol.L
-1
)
pré-aquecido (65 °C + 2º.C). Agitou-se a mistura para homogenização, e logo após o micélio
triturado permaneceu por 10 min em banho-maria (65-°C +
2º.C). Em seguida os microtubos
foram retirados do banho-maria e mergulhados em água de temperatura ambiente para esfriar
durante o período de três minutos para depois serem levados para uma capela, onde se
adicionou 600 μL de clorofórmio:isoamilalcool (24:1) antes de serem vigorosamente agitados.
75
A preparação foi então centrifugada a 12.000 rpm pelo período de 5 min. Após a
centrifugação, formaram-se duas fases, retirando-se 450 μL da fase superior, que foi
transferida para outro microtubo contendo 300 μL de iso-propanol. A mistura foi agitada
lentamente, e em seguida centrifugou-se a 12.000 rpm pelo período de 13 minutos. O
sobrenadante foi descartado, permanecendo ao fundo do microtubo um precipitado que foi
lavado cuidadosamente com álcool a 70 %. As paredes do microtubo foram secas em estufa a
37°C pelo período de 10 minutos. Por fim adicionou-se 100 μL de tampão TE permanecendo
o tubo por uma noite na geladeira (6 ºC) para ressuspensão do precipitado. Após este período
os microtubos foram mantidos no freezer (-20º.C).
Amplificação do DNA
Antes de retirada do DNA do freezer, preparou-se uma mistura para a reação de PCR
que constituiu-se de tampão para Taq Polymerase (Invitrogen), MgCl
2
2mM, dNTPs (0,2mM
de cada), 0,5 μM de cada primer (ITS4 e ITS6), 40 ng de DNA e 1 unidade de Taq Polimerase
(Invitrogen). A região amplificada pelos primers ITS4 (5’TCCTCCGCTTATTGATATGC3’)
e ITS 6 (5’GAAGGTGAAGTCGTAACAAGG3’) encontra-se ilustrada na Figura 3. A reação
de PCR seguiu os ciclos: desnaturação 94
o
C por 30 segundos, anelamento 57
o
C por 1 min e
extensão 72
o
C por 3 min. Os produtos de amplificação foram separados por eletroforese em
gel de agarose a 2 %, corados com brometo de etídio, e o tamanho do produto foi determinado
por comparação com o peso molecular do marcador. O produto da amplificação de
aproximadamente 900 bp (Figura 1.10). foi seqüenciado diretamente da reação de PCR.
Seqüenciamento
A mistura usada na reação de seqüenciamento consistiu de 2 µL de BigDye versão
3.1(Applied Biosystems
®
), 3µL de tampão para BigDye, 1 nM de cada um dos primers (ITS 4
ou ITS 6), 1 µL de DNA (20 ng) e 13 µL de água destilada e deionizada. Foi feito o
sequenciamento nas duas direções. Os ciclos do PCR do seqüenciamento foram: desnaturação
96 ºC por 45’’, anelamento 57
o
C por 30’’ e extensão 60
o
C 4’.
76
Análise de Sequência
O alinhamento das seqüências obtidas foi realizado utilizando-se os programas
SeqMan e MegAlign (Lasegene, Madison-WI). Foram incluídas nas análises seqüências de
Phytophthora disponíveis no Gene Bank.
Após análise utilizando-se o programa PAUP versão beta 4.0 foram gerados dois
dendrogramas de agrupamento com base nas similaridades das seqüências amplificadas (700
bases). O primeiro dendrograma foi gerado utilizando a região ITS 1, 5,8 S e ITS 2 e o
segundo gerado a partir do final da região do gene 5,8S e ITS 2. Sequencias identicas foram
agrupadas (Tabela 1.18) e apenas um representante é mostrado nos dendrogramas.
Os acessos do GeneBank foram Tropicalis antho Brazil (DQ087414, a planta
hospedeira de origem foi Anthurium andraeanum, P. tropicalis originário do Brasil),
Infestans potato (AY922974, a planta hospedeira de origem foi Solanum tuberosum, P.
infestans, origem geográfica não determinada), Nicotianae N tabacum (AJ854295, a planta
hospedeira de origem foi Nicotiana tabacum, P. nicotianae, originário da Itália), C. annuum
Mexico (AY726623, a planta hospedeira de origem foi Capsicum annuum, P. capsici, e
originário do México).
77
Ordem Código Procedência Município/UF Data Coleta
1Pcp 01 N/D N/D N/D
2Pcp 03
N/D N/D N/D
3Pcp 04 N/D N/D N/D
4Pcp 05 N/D N/D N/D
5Pcp 06 N/D N/D N/D
6Pcp 07 N/D N/D N/D
7Pcp 08 CNPH Gama-DF N/D
8Pcp 10 N/D N/D N/D
9Pcp 15 N/D N/D N/D
10 Pcp 16
N/D N/D N/D
11 Pcp 17 N/D N/D N/D
12 Pcp 18 CNPH Gama-DF
1/5/1997
13 Pcp 20 Vargem Bonita Núcleo Bandeirante-DF 17/6/1905
14 Pcp 24 N/D N/D N/D
15 Pcp 25 N/D N/D N/D
16 Pcp 26 Ponte Alta Gama-DF 23/6/1905
17 Pcp 29 Sítio Antônio Gama-DF 1/3/2002
18 Pcp 30 Sítio Antônio Gama-DF 1/3/2002
19 Pcp 31 Sítio Antônio Gama-DF 1/3/2002
20 Pcp 32 Sítio Antônio Gama-DF 1/3/2002
21 Pcp 33 Sítio Antônio Gama-DF 1/3/2002
22 Pcp 34 Sítio Antônio Gama-DF 1/3/2002
23 Pcp 35 Sítio Antônio Gama-DF 1/3/2002
24 Pcp 38
N/D
Pelotas -RS 1/3/2002
25 Pcp 39
N/D
Pelotas -RS 1/3/2002
26 Pcp 40 N/D Santo Amaro do Imp-SC
1/2/2002
27 Pcp 41 N/D Sto.Amaro da Imper.-SC 1/2/2002
28 Pcp 42* UFV Tocantins-MG 1/1/2002
29 Pcp 43 Ponte Alta Gama-DF 1/3/2002
30 Pcp 46 Sakata-Kobori Lins-SP 1/8/1997
31 Pcp 47 Sakata-Kobori Bragança Paulista-SP 1/4/1998
32 Pcp 48 N/D N/D N/D
33 Pcp 52 N/D N/D N/D
34 Pcp 53
N/D N/D N/D
35 Pcp 55 Sakata-Kobori Cotia-SP 1/1/2001
36 Pcp 56 Sakata-Kobori Itapetininga-SP 1/1/2001
37 Pcp 59 Sakata-Kobori Brag.Paulista-SP 1/1/2001
38 Pcp 60 Sakata-Kobori Ubatuba-SP 1/1/2001
39 Pcp 61 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
40 Pcp 62 Ponte Alta Gama-DF 1/6/2002
41 Pcp 63 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
42 Pcp 64 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
43 Pcp 65 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
44 Pcp 66 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
45 Pcp 67 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
46 Pcp 68 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
47 Pcp 69 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
48 Pcp 70 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
49 Pcp 71 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
50 Pcp 71 Ponte Alta Gama-DF
1/6/2002
Pcp - Isolados de Pimentão (C
apsicum annuum
)
Ordem Código Procedência Município/UF Data Coleta
51 Pcp 72 Ceilândia Ceilândia-DF 1/2/2002
52 Pcp 73 N/D SP N/D
53 Pcp 74 N/D SP N/D
54 Pcp 75
N/D
SP
N/D
55 Pcp 76 SP SP 17/6/2003
56 Pcp 77
N/D
UnB
N/D
57 Pcp 78 Planaltina Taquara-DF 1/2/2003
58 Pcp 79 Planaltina Taquara-DF
1/2/2003
59 Pcp 80
N/D
Goianápolis-GO 1/4/2003
60 Pcp 81 campo Vargem Bonita-DF
1/8/2003
61 Pcp 82 campo Vargem Bonita-DF 1/8/2003
62 Pcp 83 campo Vargem Bonita-DF 1/8/2003
63 Pcp 86 Fuchs
Brazilândia-MG
1/8/2003
64 Pcp 87 Fuchs Brazilândia-MG
1/8/2003
65 Pcp 88 Clínica esalq Piracicaba-SP 1/8/2003
66 Pcp 89 Fuchs Brasilandia de Minas-MG 1/8/2003
67 Pcp 94
N/D N/D N/D
68 Pcp 95 N/D N/D N/D
69 Pcp 96 N/D N/D N/D
70 Pcp 97 Fuchs Brasilandia de Minas-MG
1/7/2003
71
Pcp 98 Fuchs Brasilandia de Minas-MG 1/9/2003
72 Pcp 99 Fuchs Brasilandia de Minas-MG 1/9/2003
73 Pcp 100
N/D
Pinheiro Machado-RS 1/11/2003
74 Pcp 101 N/D Pipiripau-DF
1/2/2004
75 Pcp 102
N/D
Pipiripau-DF 1/2/2004
76 Pcp 103 N/D Pipiripau-DF
1/2/2004
77 Pcp 104 campo Porto Belo-SC 1/11/2004
78 Pcp 105 campo Porto Belo-SC
1/11/2004
79 Pcp 105
N/D
Barbacena-MG 1/3/2005
80 Pcp 106 N/D Barbacena-MG
1/3/2005
81
Pcp 107 N/D Santo Amaro-SC
1/4/2005
82 Pcp 108
N/D
PR 1/4/2005
83 PCt-01 Ponte Alta Gama-DF fev/02
84 PCt-02 Tocantins-MG Tocantins-MG jan/98
85 PCt-03 Rural Piracanjuba-GO mai/02
86 PCt-04 Rural Piracanjuba-GO mai/02
87 PCt-05 Ponte Alta Gama-DF abr/02
88
PCt-06
N/D
Inhumas-GO 6/fev
89 PCt-07
N/D
Inhumas-GO 6/fev
90
PCt- 08
N/D
Paulínea-SP 2002
91
PCt-09 Natal Rio Preto-DF jan/03
92 PCt-10 Natal Rio Preto-DF jan/03
93
PCt-11 Natal
Rio Preto-DF
jan/03
94 PCt-12 Natal
Rio Preto-DF
jan/03
95
PCt-13 Natal
Rio Preto-DF
jan/03
96
PCt-14 Natal
Rio Preto-DF
jan/03
97
PCt-15 Natal
Rio Preto-DF
jan/03
98 PCt-16 Ponte Alta
Gama-DF
jan/03
99 PCt-17 Ponte Alta
Gama-DF
jan/03
100 PCt-19 Ponte Alta
Gama – DF
2000
Pct - Isolados de Tomate (
Lycopersicon esculentum
)
Tabela 1.1. Características dos isolados de Phytophthora capsici utilizados na caracterização e estudos de filogenia molecular.*
78
Ordem Código Procedência Município/UF Data Coleta
101
Pct 20 N/D Silvania-GO ago/03
102
Pct 21 N/D Silvania-GO ago/03
103
Pct 22 N/D Silvania-GO ago/03
104
Pct 23
N/D
Silvania-GO ago/03
105
Pct 24 N/D Silvania-GO ago/03
106
Pct25 N/D Silvania-GO ago/03
107
Pct26
N/D
Piracanjuba-GO mar/04
108
Pct27
N/D Piracanjuba-GO
mar/04
109
Pct 28 campo Piracanjuba-GO mai/04
110
Pct 29 campo Morrinhos-GO mai/04
111
Pct 30 campo Morrinhos-GO mai/04
112
Pct 32 campo Morrinhos-GO mai/04
113 Pca-1 Campo/CNPH Gama-DF mar/02
114 Pca-2 Campo/CNPH Gama-DF mar/02
115 Pca-3 Campo/CNPH Gama-DF mar/02
116 Pca-04 CNPH Gama-DF abr/02
117
Pca-05 CNPH Gama-DF abr/02
118 Pca-06 CNPH Gama-DF abr/02
119
Pca-07 CNPH Gama-DF abr/02
120
Pca-08 CNPH Gama-DF abr/02
121 Pca-09 Pipiripau Planaltina-DF abr/02
122 Pca-09 N/D N/D
abr/02
123
Pca-10 Pipiripau Planaltina-DF
abr/02
124 Pca-11 CNPH Gama-DF mai/02
125 Pca-12 CNPH Gama-DF mai/02
126
Pca-13 Campo Paracatu-MG mai/02
127 Pca-14 Kobori Bragança Paulista-SP mai/02
128 Pca-15 CNPH Gama-DF mai/02
129 Pca-16 PADEF Cristalina – GO fev/03
130 Pca-17 PADEF Cristalina – GO
fev/03
131
Pca-18 PADEF Cristalina – GO
fev/03
132
Pca-19 PADEF Cristalina – GO
fev/03
133
Pca-20 PADEF Cristalina – GO
fev/03
134
Pca-21 PADEF Paracatu-MG fev/03
135 Pca 22 CNPH Gama-DF jan/03
136 Pca 23 CNPH Gama-DF jan/03
137 Pca 24 PADEF Cristalina-GO jan/03
138
Pca 25 PADEF Cristalina-GO jan/03
139 Pca 26 Extra Asa Norte DF abr/03
140
Pca 27 Extra Asa Norte DF abr/03
141
Pca 28 Extra Asa Norte DF abr/03
142 Pca 29 Extra Tag. Paracatu-MG abr/03
143
Pca 30 Extra Tag. Paracatu-MG abr/03
144 Pca31 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
145
Pca32 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
146 Pca33 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
147
Pca34 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
148
Pca35 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
149
Pca36 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
150 Pca37 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
Pca - Isolados de Abóboras (
Cucurbita maxima, C. moschata
)
Ordem Código Procedência Município/UF Data Coleta
151
Pca38 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
152
Pca39 Canteiro casa veg. Vargem Bonita-DF jul/04
153 Pcbe-2
N/D Cristalina-GO
jul/02
154 Pcbe-3 Faz. Júlio
Chã Grande-PE
ago/02
155 Pcbe-4 Faz. Júlio
Chã Grande-PE
ago/02
156
Pcbe-5 Faz. Júlio
Chã Grande-PE
ago/02
157
Pcbe-6 Faz. Júlio
Chã Grande-PE
ago/02
158 Pcbe-7 Faz. Júlio
Chã Grande-PE
ago/02
159 Pcbe-8 Superm. Extra
Brasília-DF
out/02
160 Pcbe-9 Feirinha V. Dimas
Taguatinga-DF
fev/03
161 Pcbe-10 Feirinha V. Dimas
Taguatinga-DF
fev/03
162
Pcbe-11 Feirinha V. Dimas
Taguatinga-DF
fev/03
163 Pcbe-12 Extra
Taguatinga-DF
mar/03
164 Pcbe-13 Extra
Taguatinga-DF
mar/03
165 Pcbe14 PA
Belém-PA
abr/02
166
Pcbe15 Campo prod.Flores Brazlândia-DF jul/04
167
Pcbe16 Produtor Santo Amaro-SC nov/04
168
Pcbe17 Produtor
Santo Amaro-SC
nov/04
169
Pcbe18 Campo produtor PortoBelo-SC dez/04
170
Pcbe19 Campo produtor PortoBelo-SC dez/04
171
Pcbe20 Campo produtor PortoBelo-SC dez/04
172
Pcbe 22 Campo produtor PortoBelo-SC dez/04
173
Pcbe 23 Superm. Samambaia-DF abr/05
174 Pcc 1 PA
UFPA (PA)
N/D
175 Pcc 2 BA
UnB/Leila (BA)
N/D
176 Pcc 3 Ceplac
Itabuna-BA
2000
177 Pcc 5 PA
Pará
2002
178 Pcc 12 Itabuna
Itabuna-BA
N/D
179 Pcc 13
N/D
Canavieira/BA
N/D
180 Pcc 14
N/D
Bujaru/PA
N/D
181 Pcc 15
N/D
Guaratinga/BA
N/D
182 PCi 8 PA PA 2002
183 PCm-14
N/D
Paraíba
N/D
184 PCm-22
N/D
Fortaleza-CE 1985
185 PCm-23
N/D
Manaus-AM 1985
186 Pcpe 1 Superm. Brasília-DF fev/03
187 Pcpe 2 Extra Taguatinga-DF abr/03
188 Pcpe3 Extra Taguatinga-DF abr/03
189 Pcj1 CNPH Gama/DF jan/04
190 Pcj2
N/D
Brasília/DF
jan/04
191 Pcj3
N/D
Brasília/DF
jan/04
192
Pcs1 Pecíolo clone 2261 Valença-BA N/D
193
Pcs2
Pecíolo clone fx4098
Ituberá-BA
N/D
Pcbe - Isolados de Berinjela (
Solanum melongena
)
Pcj - Isolados de Jiló (
Solanum gilo
)
Pcs - Isolados de Seringueira (
Hevea brasiliensis
)
Pcc - Isolados de Cacau (
Theobroma cacao
)
Pci - Isolado de Pimenta do Reino (
Pipper nigrum
)
Pcm - Isolados de Mandioca (
Manihot esculenta
)
Pcpe-Isolado de Pepino (
Cumcumis sativus
)
Tabela 1.1. Continuação
79
1.3. RESULTADOS
1.3.1. Caracterização morfológica e fisiológica
A amplitude de variação do comprimento dos esporângios (C) dos isolados foi de
14,4-124,0 (46,2) μm. A largura (L) foi de 9,0-62,5 (25) μm e a relação C:L 0,8-4(1,9)
indicando alto grau de variabilidade das estruturas assexuais entre isolados (Anexo 1.1).
Diferenças significativas foram observadas entre as médias de C, L e relação C/L de 79
isolados (F
78, 3871
=190,39, F
78, 3871
=60,91 e F
78, 3871
=18,30 respectivamente) da mesma espécie
merecendo destaque as médias do isolado oriundo de pimentão, Pcp 33 que teve as maiores
médias de C de 92,2 μm e de L de 50,91 μm (Anexo 1.2), diferindo significativamente dos
demais isolados. As médias de C dos isolados variaram de 1,30 a 2,60 vezes maiores que a L
(Anexo 1.2).
A morfologia mais freqüente dos esporângios oriundos de pimentão foi piriforme
clavado e navicular em isolados de pimentão, tomate e abóbora (Tabela 1.6.). Observou-se
que todos os isolados analisados eram papilados.
A maior parte dos isolados apresentaram micélio hábito prostrado (raso), com tipos de
colônia variando de rosiforme ou petalóide, estrelada a cotonosa. Isolados de cacau
classificados previamente como P. capsici, apresentavam colônias cotonosas de micélio
elevado, diferindo das características de P. capsici que possui micélio prostrado e aéreo
(Tabela 1.4). Para os isolados de pimentão, tomate e cacau o tipo de colônia mais freqüente
foi estrelado, para abóbora o tipo mais freqüente foi o rosiforme, contudo merece destaque o
isolado de pimentão Pcp 3 que teve micélio aéreo diferente dos demais isolados de pimentão
(Tabela 1.4).
A maior parte dos isolados mostraram comprimento de esporângio variando de 40-60
μm, largura de 20-39,9 μm e relação C/L 1,5-2,09 (Anexo 1.1) (Figura 1.1).
Os esporângios dos espécimes estudados eram papilados, com raros isolados
mostrando-se semi-papilados, ou multipapilados, com duas a três papilas. Os esporângios
80
mostraram alta caducidade, com isolados liberando esporângios sem pedicelo e outros com
pedicelos de tamanho variável.
As características dimensionais dos esporângios não mostraram qualquer relação com
a hospedeira de origem (Tabela 1.1). Das populações de isolados analisados a tendência
central de C, L e C:L teve as amplitudes de 28-108 µm, 13,3- 51,4 µm e 1-2,6 µm. (Anexo
1.2)
Apenas o isolado Pcp 3 oriundo de pimentão, produziu a estrutura de resistência -
clamidósporo, em cultura.
81
0
5
10
15
20
25
30
0-9,99 10-19,99 20-29,99 30-39,99 40-49,99 50-59,99 60-69,99 70-79,99 80-89,99 90-99,99 100-
109,99
110-
119,99
120-
129,99
Comprimento Médio do Esporângio (mm)
Número de Isolados
0
5
10
15
20
25
30
35
0-9,99 10-19,99 20-29,99 30-39,99 40-49,99 50-59,99 60-69,99 70-79,99 80-89,99 90-99,99 100-
109,99
110-
119,99
120-
129,99
Largura Média do Esporângio (
μ
m)
Número de Isolados
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0-0,29 0,3-0,59 0,6-0,89 0,9-1,19 1,2-1,49 1,5-1,79 1,8-2,09 2,1-2,39 2,4-2,69 2,7-2,99 3-3,29 3,3-3,59 3,6-4
Médias da Relação do Comprimento/Largura
Número de Isolados
Figura 1.1. Distribuição de freqüência de comprimento (C), largura (L) e relação C:L entre
72 isolados de Phytophthora oriundos de hortaliças.
82
cd
d
cd
cd
cd
cd
a
cd
cd
cd
ab
cd
cd
bc
cd
cd
cd
cd
cd
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Pcp 72
Pcp 17
Pc
p
10
6
Pcp
10
4
Pcp 108
Pc
t 2
Pct
31
Pct
3
3
Pc
t
28
Pca
11
Pca 24
Pca 12
Pcb
e
23
Pcb
e
8
Pc
be 19
Pcb
e
2
Pcb
e
3
Pcj 1
Phy
N
ic
ot
Prof Papila (mm)
Figura 1.2. Médias + desvios padrões da profundidade de papila dos isolados de P. capsici
oriundos de pimentão, tomate, abóboras, berinjela, jiló e um pertencente ao P. nicotianae
(Phyt. Nicot).
Não existiu nenhuma tendência que relacionasse a profundidade da papila com a
especificidade dos isolados, contudo o isolado oriundo de tomate Pct 28 teve a maior média
de profundidade de papila entre os isolados avaliados (Figura 1.2). As médias da
profundidade de papila nos isolados de pimentão variaram de 1,8 a 4,5 µm, nos isolados de
tomate variaram de 2,0 a 6,2 µm, nos isolados de abóbora variaram de 2,6 a 5,2 µm, e nos
isolados de berinjela variaram de 2,8 a 4,8 (Figura 1.2.).
Para uma mesma planta hospedeira, alguns isolados apresentaram profundidade de
papila bastante proeminente como no caso de Pcp 108 (4,5 µm), Pct 28 (6,2 µm), Pca 12 (5,2
µm) e Pcbe 3 (4,8 µm) diferindo-se significativamente dos demais isolados analisados(Figura
1.2.).
Pimentão Tomate Abóbora Berine
j
ela Jiló
83
Figura 1.3. Médias + desvios padrões do comprimento do pedicelo de isolados de
Phytopththora capsici.*
Na Figura 1.3 observa-se que não há correlação entre comprimento de pedicelo e os
hospedeiros originais dos isolados. Contudo merecem destaque os isolados Pcp 41 (31,9 µm)
e Pcp 46 (79,3 µm), ambos oriundos de pimentão, como sendo os que apresentaram os
menores e maiores comprimentos dos pedicelos. O isolados Pca 3 foi o isolado que
apresentou a tendência central entre as médias dos comprimentos de pedicelo por possuir o
valor médio de 53,8 µm.
O comprimento do pedicelo variou de 32 µm (isolado de pimentão Pcp 41) a 79,3 µm
(isolado de pimentão Pcp 86), não havendo nenhuma tendência que explicasse especialização
planta hospedeira de origem-isolado (Figura 1.3.).
Pimentão Tomate Abóbora Berine
j
ela Jiló
kl
fg
kl
kl
kl
kl
gh
hi
bc
cd
kl
ij
hi
jk
jk
jk
ef
gh
ij
kl
ef
gh
ij
ab
a
ij
kl
jk
kl
kl
de
ij
kl
fg
kl
klij
kl
ij
kl
jk
kl
kl
-40
-20
0
20
40
60
80
100
120
140
160
180
Pcp 41
Pcp 3
Pcp 75
Pcp 67
Pcp 43
Pcp 38
Pcp 34
Pcp 29
Pcp 68
Pcp 7
Pcp 69
Pcp 20
Pcp 82
Pcp 88
Pcp 46
Pcp 30
Pcp 35
Pcp 101
Pcp 42
Pcp 64
Pcp 87
Pcp 86
Pct 17
Pct 19
Pct 23
Pct 28
Pct 10
Pca 21
Pca 1
Pca 3
Pca 4
Pca 15
Pca 33
Pca 14
Pca 34
Pca 31
Pca 32
Pcbe 15
Pcc 13
Pcc 12
Pcj 3
Pcm 14
Pcs 1
Comprimento do Pedicelo (mm
Cacau Mandioca Serin
g
ueira
84
12-28 29-37 38-45 46-53 54-62 63-75 76-171
Geral 10,3 12,5 19,5 15,3 12,3 14,7 15,4
Pcp 3 28,628,628,6
10,2 0,0 0,0 4,1
Pcp 7 26,5 6,1 8,2 8,2 22,5 14,3 14,3
Pcp 20
6,1 10,2
36,7
6,1 8,2 18,4 14,3
Pcp 29 14,3 0,0 50,0 20,0 12,3 0,0 3,5
Pcp 30
14,3 4,1 16,3 16,3 4,1
26,5
18,4
Pcp 34 26,5 10,2 34,7 8,2 12,3 2,0 6,1
Pcp 35 6,1 2,0 28,6 18,4 14,3 12,2 18,4
Pcp 38 28,6 18,4 22,5 16,3 2,1 2,0 10,2
Pcp 41 44,9 20,4 24,5 8,1 0,0 0,0 2,1
Pcp 42
0,0 8,2 18,4 16,3 18,4 14,3
24,5
Pcp 43 28,5 24,5 32,7 14,3 0,0 0,0 0,0
Pcp 46
6,1 2,0
30,6
16,3 6,1 22,5 16,3
Pcp 64 2,0 20,4 18,4 16,3 14,3 14,3 14,3
Pcp 67 24,5 40,8 20,4 10,2 2,0 2,0 0,0
Pcp 68 0,0 8,2 32,7 36,7 20,4 2,0 0,0
Pcp 69 6,1 16,3 14,3 26,5 12,2 14,3 10,2
Pcp 75
26,5
42,9
14,3 8,2 6,1 0,0 2,0
Pcp 82 8,2 6,1 22,4 16,3 10,2 24,5 12,2
Pcp 86
0,0 2,0 2,0 12,3 4,1 32,7
46,9
Pcp 87 2,0 4,1 6,1 8,2 3,1 25,5 51,0
Pcp 88
2,0
20,4
16,3 18,4 10,2 18,4 14,3
Pcp 101 6,1 6,1 4,1 24,5 12,2 24,5 22,5
Pct 10 0,0 4,1 0,0 22,5 28,8 12,1 32,7
Pct 17 12,2 24,5 18,4 20,4 6,1 14,3 4,1
Pct 19
4,1 8,2
24,5
14,3 16,3 20,4 12,2
Pct 23 4,1 4,1 12,3 10,2 4,1 49,0 16,3
Pct 28
0,0 0,0 20,4 8,2 22,5
24,5 24,5
Pca 1
6,12 14,3 16,3 16,3 16,3
22,45
8,2
Pca 3 2,0 16,3 20,4 22,5 16,3 14,3 8,2
Pca 4 10,2 20,4 28,6 7,4 16,3 8,2 8,9
Pca 14
2,1 4,1
34,7
10,2 8,2 16,3 24,4
Pca 15 4,1 4,1 12,3 36,8 20,4 12,3 10,0
Pca 21 24,5
6,1 12,3
24,5
12,2 6,1 14,3
Pca 31 4,1 4,1 16,3 24,5 16,3 8,2 26,5
Pca 32
0,0 0,0 0,0 40,8 0,0
57,1
2,0
Pca 33 6,1 4,1 6,1 28,6 20,4 16,3 18,4
Pca 34 4,1 4,1 4,1 20,4 24,5 22,5 20,4
Pcbe 15 12,2 24,5 28,6 12,2 12,3 6,1 4,1
Pcj 3 20,4 24,5 30,6 16,3 6,0 0,0 2,1
Pcc 12 8,2 0,0 0,0 26,5 18,4 40,8 6,1
Pcc 13
10,210,224,5
26,5
18,4 6,1 4,1
Pcm 14 8,2 30,6 8,2 6,1 6,1 18,4 22,5
Pcs 1 32,7 8,2 26,5 12,2 8,2 12,2 0,0
Seringueira
Isolados
Berinjela
Jiló
Cacau
Mandioca
Amplitudes
Tomate
Pimentão
Abóbora
Tabela 1.2. Distribuição da freqüência relativa (%) das amplitudes dos comprimentos do
pedicelo dos diferentes isolados e suas hospedeiras.
85
A amplitude de comprimento do pedicelo para os isolados variou de 12 a 171 µm; com
predominância nas classes 38-45 µm (19,5%), seguido de 46-53 µm (15,3%) ou 76-171 µm
(15,4 %) (Tabela 1.2).
Dos 22 isolados de pimentão a classe de maior freqüência foi 38-45 µm (7 isolados),
com três isolados apresentando predominância de pedicelos muito longos (76-171 µm) e
outros três com pedicelos muito curtos (12-28 µm). Entre os isolados de tomate e de abóbora
predominaram aqueles com pedicelos acima de 45 µm. Os dois isolados de berinjela e jiló
apresentaram pedicelos predominantemente entre 38 e 45 µm. Os isolados de cacau
apresentaram pedicelos geralmente acima de 45 µm (Tabela 1.2). Os isolados de mandioca e
seringueira apresentaram pedicelos curtos, i.e., menos que 38 µm (Tabela 1.2).
Dentre as sete classes de comprimento de pedicelo a maior freqüência foi à classe 38-
45 µm com cerca de 20 % dos isolados. Quando analisamos por hospedeiros as amplitudes
mais freqüentes foram para pimentão, 38-45 µm (sete isolados), para tomate 63-75 µm (dois
isolados), para abóbora, 46-53 µm (quatro isolados), para berinjela e jiló, 38-45 µm (dois
isolados), (Tabela 1.2).
Ao observar a distribuição das freqüências de todos os isolados, as maiores
freqüências por isolado distribuem-se em três classes de amplitudes que abrangem a
amplitude de 29-53 µm (Tabela 1.2.).
86
Figura 1.4. Médias +
desvio padrão do diâmetro (D) do oogônio de isolados de pimentão,
tomate e abóbora.
O isolado de tomate Pct 22 teve a maior média do diâmetro do oogônio em relação aos
demais, não diferindo estatisticamente do isolado Pca 25. O isolado de pimentão Pcp 97 teve
o menor diâmetro de oogônio entre os isolados avaliados (Figura 1.4).
bc
a
bc
d
e
cd
ab
0
5
10
15
20
25
30
35
40
Pcp 97 Pcp 99 Pct 1 Pct 22 Pca 23 Pca 24 Pca 25
Isolados
D oogônio ( m)
Pimentão Tomate Abóbora
87
Tabela 1.3. Porcentagem de incidência dos formatos dos esporângios de diferentes isolados
Phytophthora capsici oriundos de pimentão.
Isolado
Piriforme
Clavado-
Ovóide
Esférico
ou
globoso
Limoniforme-
Naviculado
Limoniforme
Piri-
forme
Elipsóide
Obpiri-
forme
Presença
de
Bipapilação
Formatos
Distorcidos
Isolados de Pimentão
Pcp 3 8 92
Pcp 08 30 70
Pcp 17 100
Pcp 30 100
Pcp 31 100
Pcp 33 100
Pcp 34 16 84
Pcp 35 94 6
Pcp 38 94 6
Pcp 41 8 90 2
Pcp 42 88 10 2
Pcp 43 6 94
Pcp 46 100
Pcp 47 90 10
Pcp59 88 12
Pcp 60 60 14 26
Pcp 62 20 72 8
Pcp 63 30 50 18 2
Pcp 64 100
Pcp 65 100
Pcp 66 50 10 40
Pcp 67 100
Pcp 69 100
Pcp 70 96 4
Pcp 72 70 30
Pcp 75 22 72 6
Pcp 76 44 48 8
Pcp 82 100
Pcp 83 94 6
Pcp 86 100
Pcp 87 100
Pcp 97 100
Pcp 98 100
Pcp 101 100
Pcp 102 6 94
Pcp 104 100
Pcp 106 86 14
Pcp 108 100
Isolados de Tomate
Pct 1 100
Pct 2 100
Pct 7 12 88
Pct 10 100
Pct 17 100
Pct 19 80 20
Pct 23 100
Pct 28 100
Pct 31 100
Pct 33 26 74
88
Isolados de Abóbora
Pca 1 100
Pca 3 100
Pca 4 92 8
Pca 11 100
Pca 12 100
Pca 14 100
Pca 15 60 40
Pca 21 38 30 32
Pca 24 100
Pca 31 100
Pca 32 100
Pca 33 100
Pca 34 100
Pca 35 18 82
Isolados de Berinjela
Pcbe 2 20 80
Pcbe 8 6 10 84
Pcbe 15 100
Pcbe 19 100
Pcbe 23 94 12
Isolados de Jiló
Pcj 1 100
Pcj 3 100
Pcj 7 100
Isolados de Cacau
Pcc 1 6 38 56
Pcc 12 100
Isolados de Seringueira
Pcs 1 100
Isolados de Mandioca
Pcm 14 80 20
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1.
** Formatos baseados em ilustrações contidas em Erwin & Ribeiro (1996).
Houve uma variação da classificação dos formatos de esporângios sendo os formatos
mais freqüentes (Tabela 1.3.) os tipos limoniforme (mais observado) e piriforme.
Visualmente o formato do esporângio apresentou estreita relação com a dimensão das
papilas, pois esporângios mais esféricos apresentam profundidade de papila reduzida.
89
Tabela 1.4. Padrão morfológico das colônias e tipo de micélio dos isolados de Phythophthora
capsici.
Cód.* Padrão de Colônia
Altura do
micélio
Cód.* Padrão de Colônia Altura do micélio
Pimentão
Jiló
Pcp 3 Cotonoso Aéreo
Pcj 2
Concêntrico,
Crisantêmico
Prostrado
Pcp 10 Estrelada/Rosiforme Prostrado
Pcj 3 Rosiforme, Estrelado Aérea, Prostrado
Pcp 17 Rosiforme Prostrado
Pcj 1 Cotonoso Aéreo
Pcp 29 Cotonoso Aéreo
Cacau
Pcp 41 Estrelado Prostrado
Pcc 14 Estrelado Prostrado
Pcp 42 Estrelado Prostrado
Pcc 5 Estrelado Aérea
Pcp 47 Cotonoso Aéreo
Pcc 13 Concêntrico Aérea
Pcp 59 Cotonoso Aéreo
Pcc 14 Estrelado Prostrado
Pcp 65 Cotonoso Prostrado
Pcc 5 Crisantêmico Aérea
Pcp 72 Rosiforme/Estrelado Prostrado
Pcc 5 Cotonoso/Estrelado Aérea
Pcp 75 Estrelado Prostrado
Pcp 82 Estrelado Prostrado
Pcp 83 Estrelado Prostrado
Pcp 101 Rosiforme Prostrado
Pcp 103 Petalóide/Rosiforme Prostrado
Pcp 106 Rosiforme Prostrado
Pcp 108 Estrelado Prostrado
Pimenta (Capsicum sp.)
Pcpi 1 Rosiforme Prostrado
Tomate
Pct 1 Estrelado Prostrado
Pct 2 Petalóide/Cotonoso Prostrado
Pct 19 Estrelado Aéreo
Pct 28 Estrelado Prostrado
Pct 31 Petalóide Prostrado
Pct 33 Petalóide/Estrelado Aéreo
Abóbora
Pca 1 Petalóide Prostrado
Pca 3 Rosiforme Prostrado
Pca 11 Rosiforme/Estrelado Prostrado
Pca 12 Rosiforme Prostrado
Pca 24 Rosiforme Prostrado
Berinjela
Pcbe 8 Estrelado Prostrado
Pcbe 2 Estrelado Prostrado
Pcbe 19 Estrelado Prostrado
Pcbe 23 Cotonoso Aéreo
O padrão da colônia não variou em função da planta hospedeira, porém isolados de
qualquer um dos hospedeiros mostraram predominantemente micélio prostrado (Tabela 1.4.).
90
Tabela 1.5. Progresso do crescimento micelial expresso pela área abaixo da curva de
crescimento micelial (AACCM) e taxa de crescimento de isolados de Phytophthora em meio
suco de tomate (St).
Isolados
2 dai
(mm)
4 dai
(mm)
6 dai
(mm)
AACCM
TC
(mm.dia
-
1
)
Isolados
2 dai
(mm)
4 dai
(mm)
6 dai
(mm)
AACCM
TC
(mm.dia
-
1
)
Pimentão
Tomate
Pcp 60 62 88 90 478 7
Pct 24 47,25 76,75 80,75 405,5 8,4
Pcp 64 51 85 90 457 8,5
Pct 03 55,25 90,5 92 474 9,2
Pcp 34 53,25 86,5 88 454 8,7
Pct17 50 83,25 88 437,75 9,5
Pcp 67 50,75 80 85,5 427 8,7
Pct 22 45,5 77,25 83,75 406,5 9,6
Pcp 63 52 83,75 87 442,25 8,8
Pct 15 48 77,25 88 415,75 10
Pcp 70 53 82,75 88 442,25 8,8
Pct 03 47 85 88 437 10,3
Pcp 66 50 85,5 87 446,5 8,9
Pct 17 48 90 89 455 10,3
Pcp 75 51 86,5 87,5 449 9,1
Pct 02 43 81,25 86 415,75 10,8
Pcp 53 49,25 82,75 86,5 433,25 9,3
Pct 20 44 73 88 395 11
Pcp 72 44 63 83 360 9,8
Pct 11 43,75 79 88 412,5 11,1
Pcp 62 47,25 77 86,5 412 9,8
Pct 23 45,5 76 90 409 11,1
Pcp 33 48 86 90 444 10,5
Pct 01 44,5 85,5 89,5 435 11,3
Pcp 29 47,75 87,5 90 448 10,6
Pct 21 43,75 82,25 89,5 423,75 11,4
Pcp 69 47,25 86,75 90 444,75 10,7
Pct 23 44,25 78,75 90 414,75 11,4
Pcp 31 44 83 87 424 10,8
Pct 22 41,75 64,25 88 364,25 11,6
Pcp 73 47 77,5 90 416,5 10,8
Pct 27 31 57,5 78,5 313 11,9
Pcp 35 46 84,25 90 434,75 11
Pct21 41 66,75 90 372,25 12,3
Pcp 103 34,75 67 79 349,5 11,1
Pct23 40,75 70,25 90 382,25 12,3
Pcp 68 45 78,5 90 415,5 11,3
Pct20 40,5 72 90 387 12,4
Pcp 03 44,75 75 90 404,5 11,3
Pct 19 37 76,25 87,5 390,25 12,6
Pcp 30 44,75 86,25 90 438,25 11,3
Média
11,1
Pcp 20 44,5 88,75 90 445,25 11,4
Abóbora
Pcp 06 44,25 77,25 90 410,25 11,4
Pca 24 135,3 72 85,25 571,75 12,5
Pcp 97 44,25 71 90 391,5 11,4
Pca 4 52,25 85,5 87,75 448,75 8,9
Pcp 38 39,25 73,5 85,5 384,5 11,6
Pca 22 42 74 81,75 387,75 9,9
Pcp 06 43,25 83 90 425,5 11,7
Pca 1 44,75 75,25 85,5 400,75 10,2
Pcp 85 42,5 69,25 89,3 382 11,7
Pca14 48 75 90 411 10,5
Pcp 83 41 81 88 413 11,8
Pca 23 41,75 63,75 84,25 359 10,6
Pcp 41 33 59,25 80,3 324 11,8
Pca 24 44,5 81 87,5 419,5 10,8
Pcp 76 30 56,5 77,3 306,75 11,8
Pca 21 40,75 72,5 85 384 11,1
Pcp 42 42,75 81 90 418,5 11,8
Pca 25 40,5 65,25 87,75 364,5 11,8
Pcp 08 42 81 90 417 12
Média 10,6
Pcp 92 42 71,75 90 389,25 12
Jiló
Pcp 99 41,5 87 90 434 12,1
Pcj 3 38 63 79 344 10,3
Pcp 16 41,25 85,5 90 429 12,2
Pcj 2 37,5 59,5 79 332,5 10,4
Pcp 42 40,75 78,75 90 407,75 12,3
Média 10,3
Pcp 82 40,75 83,75 90 422,75 12,3
Cacau
Pcp 97 40,5 71 90 384 12,4
Pcc 12 40,5 68,25 76,25 362 8,9
Pcp 83 40,25 80,5 90 412 12,4
Pcc 5 37 67,5 79 355,5 10,5
Pcp 17 38,25 69 89 372,5 12,7
Pcc 14 36,75 75 79 377,5 10,6
Pcp 47 39 75,5 90 394,5 12,8
Média 10
Pcp 100 41 71,5 92 388,5 12,8
Pcp 59 38 78,5 90 401,5 13
Pcp 86 37 64,5 89,5 357 13,1
Pcp 87 36,5 67,25 90 364,75 13,4
Pcp 98 30,25 69,25 90 358,25 14,9
Pcp 101 0 62,5 79 266,5 19,8
Média
11,4
*Informações sobre local de coleta, município e estado de
origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1; TC - taxa de crescimento obtida a
partir do coeficiente angular entre os valores do diâmetro
de colônia e os dias de avaliação.
91
O pico de crescimento dos isolados ocorreu em 2-4 dias de incubação (dai), e para a
maioria dos isolados o diâmetro de colônia formado, tem a amplitude de 0 a 30 mm. Após 4-6
dai os isolados cresceram em média de 0 a 10 mm. Isolados como Pcp 72 têm crescimento
distribuído entre os dias de incubação, não apresentando picos de crescimento nos primeiros
dias (Tabela 1.5.).
Os isolados de pimentão apresentaram amplitudes de AACPCM de 324,0-
453,5(418,2) [Pcp41-Pcp31(Pcp42)], os isolados de tomate 313,0-437,7(410,1) [Pct27-
Pct17(Pct11)] e os isolados de abóbora tiveram 359,0-571,7 (384,7) [Pca23-Pca24(Pca22)].
Dos isolados de pimentão o Pcp 31 e o Pcp 41 tiveram as maiores (453,5) e menores (324,0)
AACPCM, respectivamente, indicando a variação na atividade fisiológica em meio de cultura.
Os isolados que tiveram a maior AACPCM foram Pca 24 (505,8), Pcp 20 (445,3) e Pcp 69
(444,8) (Tabela 1.5.).
O isolado mais recentemente incorporado à coleção (Pcp 101) apresentou as maiores
taxas de crescimento (Tabela 1.5.).
A taxa de crescimento média entre os isolados foi de 11,2 mm.dia
-1
. Os isolados de
pimentão apresentaram amplitudes de taxa de crescimento de 10,5-9,8(11,4) [Pcp33-
Pcp62(Pcp6)], os isolados de tomate 8,4-12,6(11,1) [Pct24-Pct19(Pct27)] e os isolados de
abóbora tiveram 8,9-12,5(10,6) [Pca4-Pca24(Pca23)]. As médias de taxa de crescimento dos
isolados pelos seus hospedeiros foram de 11,4 mm.dia
-1
para isolados de pimentão, 11,1
mm.dia
-1
para isolados de tomate, 10,6 mm.dia
-1
para isolados de abóbora, 10,3 mm.dia
-1
isolados de jiló, 10,0 mm.dia
-1
isolados de cacau (Tabela 1.5).
As inúmeras avaliações realizadas neste item do capítulo tiveram a finalidade de
caracterização adequada de P. capsici e a identificação de elementos de diferenciação
morfológica dentro da espécie em estudo.
Todas essas informações relacionadas à atividade fisiológica dos isolados foram
estudadas de forma a demonstrar aspectos peculiares dos isolados. Alguns isolados possuem
92
comportamentos fisiológicos diferenciados em meio de cultura, caracterizando e
demonstrando a variabilidade dentro da espécie P. capsici.
93
0
10
20
30
40
50
60
Pimentão Tomate Abóboras Berinjela Cacau Mandioca
Número de isolado
s
A1
A2
1.3.2 Identificação de grupos de compatibilidade
Detectou-se maior freqüência de isolados pertencentes ao grupo de compatibilidade
(GC) A1, 83 %, e 17 % do grupo de compatibilidade A2. Esta distribuição foi mantida para
isolados de todos os hospedeiros de origem.
Figura 1.5. Distribuição dos grupos de compatibilidade de 104 isolados de Phytophthora por
hospedeira de origem.
Dos 104 isolados analisados, 95 isolados pertencem ao GC A1 e o restante pertence ao
GC A2. Dos isolados de pimentão, 50 pertencem ao GC A1 e 05 pertencem ao grupo A2, em
tomate 20 pertencem ao grupo A1 e nenhum isolado pertence ao grupo A2, em abóboras 15
são A1 e 3 são A2, em berinjela 7 são A1 e 1 são A2 (Figura 1.5 e Tabela 1.6).
A Tabela 1.6 discrimina a distribuição dos GC por Estado brasileiro.
94
Tabela 1.6. Distribuição por hospedeiro do número de isolados em grupos de compatibilidade
nos estados brasileiros.
Número de
Isolados Hospedeiros Estados
A1 A2
Pimentão 41 0
Tomate 10 0
Abóbora 10 1
DF
Berinjela 1 1
62 2
Tomate 8 0
Abóbora 4 0 GO
Berinjela 1 0
13 0
Pimentão 6 3
Tomate 1 0 SP
Abóbora 0 1
7 4
Pimentão 3 1
Tomate 1 0 MG
Abóbora 1 1
5 2
SC Pimentão 0 1
PE Berinjela 5 0
PB Mandioca 1 0
BA Cacau 2 0
Total
95 9
Dos isolados coletados no DF, 62 pertencem ao GC A1 e apenas dois isolados
pertencem ao GC A2. Nos estados de GO, PE e PB todos os isolados (13, 5 e 1
respectivamente) pertencem ao grupo de compatibilidade A1. No estado de SP há maior
equilíbrio entre os grupos de compatibilidade com sete isolados do grupo de compatibilidade
A1 e quatro A2. Em SC o único isolado examinado pertenceu ao grupo de compatibilidade
A2. Todos os isolados de tomate independente do Estado de origem, pertencem ao grupo de
compatibilidade A1. Embora não tenha sido observada grande freqüência de GC A2 esta
ocorreu principalmente em isolados oriundos de pimentão do Estado de SP. O Estado onde se
95
tem maior número de isolados identificados é o DF. Nesta região o GC A1 é predominante
(60,78%) (Tabela 1.7).
Independente da hospedeira e do Estado de origem a freqüência do número de isolados
pertencente ao grupo de compatibilidade A1 foi constante (Figura 1.6). Embora o número seja
pequeno, representantes dos grupos de compatibilidade A2 estão presentes nas regiões
Centro-oeste, Sudeste e Sul do Brasil.
1.3.3 Identificação de grupos de resistência a metalaxil
Após seis dias de incubação na concentração de 100 ppm, 62 isolados de um total de
92, tiveram crescimento correspondente a 0-10 % da testemunha sem fungicida (Figura 1.6.).
A média da EC
50
para os isolados sensíveis foi de 1,4 μg.mL
-1
, variando entre 0,001 e 5,9 μg.
mL
-1
, e para os isolados intermediários foi de 15,085 μg.mL
-1
(variação de 29,116 a 3,574
μg.mL
-1
). A maioria dos isolados foi classificada como sensível, poucos como intermediários
e nenhum isolado foi considerado resistente a metalaxil, de acordo com os três critérios
estudados (critério desenvolvidos neste trabalho, critério de Parra & Ristaino, 2001 e critério
de Shattock et al., 1990 – maiores informações verificar no item 1.2.3 em materiais e
métodos).
O critério denominado de critério dois (modificado de Shattock et al., 1990) foi o que
melhor diferenciou os isolados analisados quanto à sensibilidade a metalaxil (Tabela 1.7).
96
0
10
20
30
40
50
60
70
0-10 11-20 21-30 31-40 41-50 51-60 61-70 71-80 81-90 91-100
Porcentagem de Crescimento (%)
0
5
10
15
20
25
30
35
0-10 11-20 21-30 31-40 41-50 51-60 61-70 71-80 81-90 91-100
Porcentagem de Crescimento(%)
Figura 1.6. Distribuição de freqüência das amplitudes das porcentagens de crescimento de 92
isolados de Phytophthora capsici após seis dias de incubação em meio de cultura contendo
100 ppm de metalaxil.
A maioria dos isolados (mais de 60 %) cresceram no máximo 10 % do diâmetro da
cultura em meio sem fungicida, quando cultivados na presença de 100 ppm de metalaxil
(Figura 1.6), demonstrando a alta sensibilidade dos isolados.
Figura 1.7. Distribuição de freqüência das amplitudes das porcentagens de crescimento de 92
isolados de Phytophthora capisici após seis dias de incubação em meio de cultura contendo
10 ppm de metalaxil.
97
Em meio com metalaxil a 10 ppm, os 62% dos isolados se agruparam em duas classes,
tal como 0-10 e 10-20 % de crescimento, quando comparados com a testemunha sem
fungicida (Figura 1.7).
Assim, os isolados em teste foram distribuídos nos seguintes grupos de reação:
sensíveis – porcentagem de crescimento em 100 ppm de metalaxil com amplitude de 0 a 10
%, intermediários – porcentagem de crescimento em 100 ppm de metalaxil de 11 a 60¨% e
resistentes – porcentagem de crescimento em 100 ppm de metalaxil acima de 60 %.
98
EC
50
EC
50
µg ia.mL
-1
µg ia.mL
-1
Pimentão Cr 1 Cr 2 Cr 3 Pimentão Cr 1 Cr 2 Cr 3
1Pcp 17 11
0.0353
SIS
50 Pcp 64 5
0.00
SSS
2Pcp 66 11
0.0474
SIS
51 Pcp 70 14
0.00
SIS
3Pcp 41 9
0.0573
SSS Tomate
4Pcp87 0
0.1472
SSS
52 Pct 10 6
0.2143
SSS
5 Pcp 103 2
0.1666
SSS
53 Pct 15 8
0.2254
SSS
6Pcp86 8
0.2335
SSS
54 Pct 11 19
0.2743
SIS
7Pcp87 5
0.3335
SSS
55 Pct 13 4
0.343
SSS
8Pcp 10 3
0.3586
SSS
56 Pct 12 7
0.3617
SSS
9Pcp98 2
0.3754
SSS
57 Pct22 5
0.385
SSS
10 Pcp 85 3
0.3807
SSS
58 Pct21 3
0.3856
SSS
11 Pcp 72 21
0.3857
IIS
59 Pct 22 0
0.4043
SSS
12 Pcp 76 10
0.4395
SIS
60 Pct 21 6
0.4247
SSS
13 Pcp 59 3
0.539
SSS
61 Pct 20 6
0.6023
SSS
14 Pcp 8 2
0.5811
SSS
62 Pct 24 0
0.6568
SSS
15 Pcp 62 6
0.7481
SSS
63 Pct23 7
0.663
SSS
16 Pcp 63 6
0.7537
SSS
64 Pct20 9
0.8573
SSS
17 Pcp99 7
0.912
SSS
65 Pct 26 7
11.318
SSS
18 Pcp 102 1
0.9546
SSS
66 Pct 17 10
11.928
SSS
19 Pcp 67 10
0.9667
SSS
67 Pct 23 10
16.225
SSS
20 Pcp92 11
0.9897
SIS
68 Pct 19 17
1.71
SIS
21 Pcp 101 6
1.005
SSS
69 Pct 03 12
17.676
SIS
22 Pcp 83 3
10.521
SSS
70 Pct 17 8
21.198
SSS
23 Pcp 16 2
11.686
SSS
71 Pct 02 6
27.447
SSS
24 Pcp 38 10
1.263
SSS
72 Pct 03 8
28.958
SSS
25 Pcp 83 2
12.686
SSS
73 Pct 01 8
31.429
SSS
26 Pcp 60 8
13.183
SSS Abóbora
27 Pcp 69 12
16.706
SIS
74 Pca 22 4
0.0124
SSS
28 Pcp97 12
18.239
SIS
75 Pca 23 8
0.0562
SSS
29 Pcp 31 11
18.789
SIS
76 Pca 22 2
0.3376
SSS
30 Pcp 29 12
19.843
SIS
77 Pca 25 7
0.5555
SSS
31 Pcp 82 7
20.329
SSS
78 Pca 4 5
0.8142
SSS
32 Pcp 34 15
21.518
SIS
79 Pca 24 2
11.641
SSS
33 Pcp 30 0
21.592
SSS
80 Pca 24 7
12.958
SSS
34 Pcp97 11
2.193
SIS
81 Pca 1 5
1.582
SSS
35 Pcp 68 7
2.295
SSS
82 Pca 3 31
40.646
III
36 Pcp 34 17
24.416
SIS
83 Pca 14 12
4.891
SIS
37 Pcp 53 16
2.6
SIS
84 Pca 21 25
11.76
III
38 Pcp 33 15
27.106
SIS Cacau
39 Pcp 3 30
30.618
IIS
85 Pcc 14 0
0.0011
SSS
40 Pcp 42 11
31.836
SIS
86 Pcc 14 4
0.2392
SSS
41 Pcp 75 8
33.684
SSS
87 Pcc12 2
0.2405
SSS
42 Pcp 31 19
3.877
SIS
88 Pcc 5 0
0.7527
SSS
43 Pcp 100 22
39.486
IIS
89 Pcc 15 13
0.9483
SIS
44 Pcp 42 8
40.777
SSS
45 Pcp 6 17
40.785
SIS
90 Pci 8 7
0.6287
SSS
46 Pcp 6 15
4.492
SIS Jiló
47 Pcp 35 17
58.755
SIS
91 Pcj 2 0
0.2901
SSS
48 Pcp 20 33
29.12
III
92 Pcj 3 3
0.2023
SSS
49 Pcp 47 30
3.57
III
Pimenta do Reino
Ord Isolados* % Cresc. ClassificaçãoClassificação Ord Isolados*
%
Cresc.
Tabela 1.7. Sensibilidade de isolados de Phytophthora a metalaxil expressa pela porcentagem
de crescimento (% Cresc.) em meio de cultura contendo 100 ppm de metalaxil, comparado ao
meio testemunha sem o fungicida e pelo EC
50
(concentração do produto capaz de inibir 50 %
do crescimento) e classificação da sensibilidade segundo três critérios (Cr1, Cr2 e Cr3)
diferentes de classificação (S- sensível, I-intermediário e R-resistente).
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1; Critério 1 critério proposto neste trabalho, baseado nos posteriores, Critério 2 Shattock
et al., 1990, Critério 3 Parra & Ristaino, 2001.
99
No primeiro critério de classificação, 7,6% dos isolados tiveram sensibilidade
intermediária, e nenhum isolado foi classificado como resistente, logo 92,4 % foram
classificados como sensíveis a metalaxil. No segundo critério, 33,7 % dos isolados foram
classificados como sensibilidade intermediária, e novamente nenhum isolado foi resistente,
logo 66,3 % foram classificados como sensíveis. E por fim, no terceiro critério, 4,3 % dos
isolados foram classificados com sensibilidade intermediária, nenhum foi resistente e 95,7 %
foram classificados como sensíveis. Assim o critério que mostrou maior diversidade de
sensibilidade ao metalaxil foi o critério 2, devido apresentar maior número de isolados
classificados como intermediários, desta forma as classes apresentadas no Critério 2 foram
adotados como as classes que representam os isolados (Tabela 1.7).
Levando em consideração o segundo critério de classificação dos isolados oriundos de
pimentão quanto a sensibilidade a metalaxil, observou-se que 47 % de todos os isolados
testados, foram classificados como intermediários. Já para os isolados oriundos de tomate,
abóbora e cacau as porcentagens foram de 9 %, 27 % e 20 %, respectivamente. Não houve
ocorrência de isolados intermediários apenas sensíveis para os isolados de jiló e pimenta do
reino (Tabela 1.7). Se no futuro forem detectadas populações resistentes a metalaxil nestes
hospedeiros provavelmente este advento pode estar associado a isolados oriundos de
pimentão.
As amplitudes de EC
50
para os isolados sensíveis e intermediários para o segundo
critério foram de 0,0353-29,12 µg ia.mL
-1
e 0,0011-4,077 µg ia.mL
-1
, respectivamente
(Tabela 1.7).
Os isolados que tiveram os maiores valores de EC
50
foram Pcp 20 (29,12) e Pca 21
(11,76), ou seja, as concentrações de 29,12 µg ia.mL
-1
e 11,76 µg ia.mL
-1
representam as
concentrações do fungicida capazes de inibir em 50% o crescimento destes isolados de
Phytophthora (Tabela 1.7).
100
As EC
50
variaram em cada critério devido serem calculadas de forma independente
(observar no item 1.2.3 de materiais e métodos) sendo apresentadas simultaneamente com os
critérios com o objetivo de um parâmetro auxiliar de classifcação.
1.3.4 Patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados.
Avaliação em frutos de pimentão
Aos seis dias após a inoculação todos os isolados atingiram cobertura total em
comprimento dos frutos de pimentão, independente dos hospedeiros de origem. A largura da
lesão variou muito pouco nos dias de avaliação, assim a relação comprimento largura da lesão
sempre foi superior a 2, ao formato do fruto. Para os isolados oriundos de seringueira e os
isolados pouco agressivos a relação foi de 1:1. O sentido de crescimento e ordenação das
células do mesocarpo dos frutos de pimentão podem explicar o fato da lesão se desenvolver
predominantemente em comprimento.
Os isolados de seringueira apresentaram pequena evolução da lesão, durante o período
avaliado, deste modo ele se apresentou como um isolado pouco agressivo (Tabela 1.10).
Foi observada certa diversidade de expressão de sintomas nos frutos, onde isolados
fracamente agressivos formaram sintomas de apodrecimento sem formação de micélio
prostrado abundante, formação de lesão de coloração chocolate. Essa diversidade foi
relacionada com hospedeiro de origem para os isolados Pcc13 (AACPL = 19, 8), Pcs1
(AACPL = 3,4) e Pcs2 (AACPL = 57,5) (Tabela 1.16). Isolados altamente agressivos sobre a
lesão apresentavam abundância da formação de micélio aéreo sobre a superfície do tecido.
Em constraste em alguns casos observaram-se abundante esporulação esporangial como por
exemplo, nos isolados Pca 1 (AACPD 318,2), Pcp 101 (AACPD 347,0) e Pct 25 (AACPD
314,0).
101
Tabela 1.8. Área abaixo da curva de progresso da lesão (AACPL) em frutos verdes de
pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a agressividade no primeiro
lote de avaliação.
Isolados Grupos de Reação
1
AACPL
Pcp 62
Fracamente Agressivo 100,7
Pct17
Fracamente Agressivo 101,2
Pcp75
Moderadamente Agressivo 116,7
Pcp100
Moderadamente Agressivo 124,2
Pcp63
Altamente Agressivo 127,0
Pcp72
Altamente Agressivo 131,2
Pca24
Moderadamente Agressivo 131,8
Pcp31
Moderadamente Agressivo 132,3
Pcp99
Altamente Agressivo 132,3
Pct24
Moderadamente Agressivo 133,3
Pcp65
Altamente Agressivo 134,0
Pcp64
Moderadamente Agressivo 134,5
Pct03
Altamente Agressivo 137,5
Pcp66
Altamente Agressivo 140,3
Pcp72
Altamente Agressivo 141,5
Pcp60
Altamente Agressivo 147,2
Pca22
Altamente Agressivo 148,5
Pcp67
Altamente Agressivo 148,7
Pcp70
Altamente Agressivo 149,5
Pcp88
Altamente Agressivo 149,7
Pct13
Altamente Agressivo 153,3
FA 02
MA 06
Totais
AA 13
1
Segundo análise de agrupamento utilizando o procedimento “fast class” do SAS.
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1.
No primeiro lote de avaliação a maior parte dos isolados foram classificados como AA
(FA:MA:AA=2:6:13) em frutos de pimentão, sendo os seis isolados que desenvolveram as
maiores AACPL oriundos de tomate (Pct 13), pimentão (Pcp 88, Pcp 70, Pcp 67 e Pcp 60),
abóbora (Pca 22). Os isolados FA foram oriundos de pimentão (Pcp 62) e tomate (Pct 17)
(Tabela 1.8).
102
Tabela 1.9. Área abaixo da curva de progresso do comprimento da lesão (AACPL) em frutos
verdes de pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a agressividade no
segundo lote de avaliação.
Isol Grupos de Reação
1
AACPL
Pcp 73
Fracamente Agressivo 253,8
Pct 23
Fracamente Agressivo 269,7
Pcp 41
Fracamente Agressivo 282,5
Pcp 62
Moderadamente Agressivo 307,9
Pcp 38
Moderadamente Agressivo 312,3
Pca 23
Moderadamente Agressivo 342,7
Pct 20
Moderadamente Agressivo 362,7
Pca 25
Altamente Agressivo 388,3
Pcp 34
Altamente Agressivo 398,5
Pcp 68
Altamente Agressivo 414,8
FA 03
MA 04
Totais
AA 03
1
Segundo análise de agrupamento utilizando o procedimento “fast class” do SAS.
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1.; FA-fracamente agressivos, MA-moderadamente agressivos, AA-altamente agressivos.
No segundo lote de avaliação, três isolados foram classificados como AA, sendo dois
isolados de pimentão (Pcp 68 e Pcp 34) e um oriundo de abóbora (Pca 25). Os isolados FA
foram oriundos de pimentão (Pcp 73 e Pcp 41), e tomate (Pct 23) (Tabela 1.9).
A AACPL relativa para a média de FA foi de 268,7, para MA foi de 331,4, e
finalmente para AA foi de 400,6, sendo que os isolados FA apresentaram valores de AACPL
1,5 vezes menor que os isolados AA.
103
Tabela 1.10. Área abaixo da curva de progresso do comprimento lesão (AACPL) em frutos
verdes de pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a agressividade no
terceiro lote de avaliação.
Isolados Grupos de Reação
1
AACPL
Pcs 1
Fracamente Agressivo 3,45
Pcc 13
Fracamente Agressivo 19,8
Pcp 17
Fracamente Agressivo 20,0
Pcs 2
Fracamente Agressivo 57,5
Pca 3
Moderadamente Agressivo 178,5
Pca 21
Moderadamente Agressivo 248,8
Pcc 14
Moderadamente Agressivo 256,8
Pcp 62
Altamente Agressivo 284,8
Pcp 42
Altamente Agressivo 297,8
Pcc 12
Altamente Agressivo 307,0
Pca 4
Altamente Agressivo 308,5
Pcp 103
Altamente Agressivo 309,2
Pct 25
Altamente Agressivo 314,0
Pct 22
Altamente Agressivo 315,8
Pcc 15
Altamente Agressivo 316,0
Pca 1
Altamente Agressivo 318,2
Pci 8
Altamente Agressivo 323,7
Pca 11
Altamente Agressivo 328,8
Pcp 102
Altamente Agressivo 328,8
Pca 15
Altamente Agressivo 345,2
Pcp 101
Altamente Agressivo 347,0
Pcc 5
Altamente Agressivo 351,7
Pcj 7
Altamente Agressivo 368,0
FA 04
MA 03
Totais
AA 16
1
Segundo análise de agrupamento utilizando o procedimento “fast class” do SAS.
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1; FA-fracamente agressivos, MA-moderadamente agressivos, AA-altamente agressivos.
No terceiro lote de avaliação a maior parte dos isolados foram classificados como AA
(4:3:16) em frutos de pimentão devido os valores de incidência apresentados. Este fato foi
induzido pelo fato da análise ter sido feita de forma conjunta com isolados de cacau,
seringueira e um isolado de pimentão (isolados de fraca agressividade). Quatro isolados foram
FA, sendo um oriundo de seringueira (Pcs 1), cacau (Pcc 13), pimentão (Pcp 17) e seringueira
(Pcs 2). Tem-se dois isolados de cacau um Pcc13 e Pcc5, ambos antagonistas quanto a
104
agressividade em frutos de pimentão, pois respectivamente foram os extremos de maior e
menor valores de AACPL. (Tabela 1.10).
A AACPL relativa para a média de FA foi de 24,6, para MA foi de 228,0 e finalmente
para AA foi de 322,8, sendo que os isolados FA apresentaram valores de AACPL 13 vezes
menor que os isolados AA (maior variabilidade de agressividade ligada ao isolado).
105
Tabela 1.11. Área abaixo da curva de progresso do comprimento da lesão (AACPL) em
frutos verdes de pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a
agressividade no quarto lote de avaliação.
Isolados Grupos de Reação
1
AACPL
Pcp 56
Fracamente Agressivo 120,0
Pcp 07
Fracamente Agressivo 147,7
Pcp 46
Fracamente Agressivo 160,8
Pcp 97
Fracamente Agressivo 162,3
Pcp 16
Moderadamente Agressivo 165,8
Pcp 08
Moderadamente Agressivo 184,7
Pcp 39
Moderadamente Agressivo 189,7
Pcp 20
Moderadamente Agressivo 190,3
Pcp 100
Moderadamente Agressivo 194,2
Pcp 43
Altamente Agressivo 216,3
Pcp 82
Altamente Agressivo 221,8
Pcp 87
Altamente Agressivo 223,5
Pcp 88
Altamente Agressivo 235,7
Pcp 35
Altamente Agressivo 246,0
Pcp 98
Altamente Agressivo 253,5
FA 04
MA 05
Totais
AA 06
1
Segundo análise de agrupamento utilizando o procedimento “fast class” do SAS.
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.; FA-fracamente agressivos, MA-moderadamente agressivos, AA-altamente agressivos.
No quarto lote de avaliação, todos os isolados foram oriundos de pimentão, e
distribuíram-se nos três grupos de reação (4:5:6). A AACPL relativa para a média de FA foi
de 147,7, para MA foi de 185,0, e finalmente para AA foi de 233,0, sendo que os isolados FA
apresentaram valores de AACPL 1,6 vezes menor que os isolados AA (Tabela 1.11).
106
Tabela 1.12. Área abaixo da curva de progresso do comprimento da lesão (AACPL) em
frutos verdes de pimentão e classificação dos isolados em três grupos de reação a
agressividade no quinto lote de avaliação.
Isolados Grupos de Reação
1
AACPL
Pcp 16
Fracamente Agressivo 225,0
Pcm 14
Moderadamente Agressivo 276,8
Pcp 86
Moderadamente Agressivo 282,3
Pcp 20
Moderadamente Agressivo 299,8
Pcc 1
Moderadamente Agressivo 303,3
Pcbe 15
Moderadamente Agressivo 304,3
Pcp 3
Moderadamente Agressivo 312,8
Pca 31
Moderadamente Agressivo 319,0
Pca 25
Altamente Agressivo 347,8
Pcbe 9
Altamente Agressivo 349,5
Pca 39
Altamente Agressivo 357,8
Pca 33
Altamente Agressivo 365,0
Pcp 83
Altamente Agressivo 365,8
Pcp 98
Altamente Agressivo 366,5
Pcp 43
Altamente Agressivo 369,5
Pcp 82
Altamente Agressivo 373,5
Pca 12
Altamente Agressivo 373,8
Pca 35
Altamente Agressivo 379,0
Pcbe 8
Altamente Agressivo 391,2
Pca 34
Altamente Agressivo 399,5
Pcj 3
Altamente Agressivo 662,2
FA 01
MA 07
Totais
AA 13
1
Segundo análise de agrupamento utilizando o procedimento “fast class” do SAS.
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1.; FA-fracamente agressivos, MA-moderadamente agressivos, AA-altamente agressivos.
No quinto lote de avaliação, a maior parte dos isolados inoculados em frutos de
pimentão, foram classificados como AA (1:7:13), merecendo destaque o isolado oriundo de
jiló (Pcj 3), que teve valores de AACPL 1,6 vezes maior que outro isolado AA (Pca 34). Um
isolado apenas foi classificado como FA, sendo oriundo de pimentão (Pcp 16) (Tabela 1.12).
A AACPL relativa para a média de FA foi de 225,0, para MA foi de 299,8, e
finalmente para AA foi de 392,4, sendo que o isolado FA apresentaram valores de AACPL
1,7 vezes menor que os isolados AA.
107
Todos os isolados foram patogênicos em frutos de pimentão inclusive isolados de
seringueira, cacau, pimenta do reino, hospedeiras reconhecidamente tropicais e de designação
taxonômica transitória.
Comparando os três últimos lotes que tiveram as AACPL avaliadas sobre o mesmo
período, estes tiveram os menores AACPL (1-120) sendo estes duas a três vezes menores que
as maiores AACPL (368-662,2) (Tabelas 10, 11 e 12). Merece destaque no quinto lote de
avaliação (Tabela 1.12) os isolado Pcj 3 que em relação aos demais obtiveram o maior valor
de AACPL.
A Figura 1.8 demonstra o progresso da lesão de isolados representantes das reações
AA e FA de cada lote, onde os isolados AA (Pcp 88, Pcj 7, Pcp 98 e Pca 34) apresentam
maiores AACPL superiores que os isolados FA (Pcp 62, Pcs 1, Pcp 56 e Pcp 16).
108
Lote de avaliação no. 2
0.0
20.0
40.0
60.0
80.0
100.0
120.0
12357
Dias após a inoculação
Comprimento da Lesão (mm)
Pcp 73
Pcp 68
Lote de Avaliação no. 01
0.0
20.0
40.0
60.0
80.0
100.0
120.0
140.0
12345
Dias após a inoculação
Comprimento da Lesão (mm)
Pcp 62
Pct 13
Lote de Avaliação no. 03
0.0
20.0
40.0
60.0
80.0
100.0
120.0
140.0
12346
Dias após a inoculação
Comprimento da Lesão (m
m
Pcc 13
Pcj 7
Lote de avaliação no. 04
0.0
20.0
40.0
60.0
80.0
100.0
120.0
12346
Dias após a inoculação
Comprimento da lesão (m
m
Pcp 56
Pcp 98
Lote de avaliação no. 05
0
20
40
60
80
100
120
12346
Dias após a inoculação
Comprimento da Lesão (mm)
Pcp 16
Pcj 3
Figura 1.8. Progresso do comprimento da lesão (mm) dos isolados com maiores e menores
áreas abaixo da curva de progresso da lesão (AACPL) nos cinco lotes de avaliação.
109
Patogenicidade, agressividade e virulência de isolados em plântulas de C. annuum
e Lycopersicon spp.
Ficaram melhores ajustadas as variáveis de incidência e severidade com a
transformação log (x+10) estabelecendo-se assim as premissas dos testes paramétricos
(incidência t=60,12**; severidade t=178,38**).
A variável incidência transformada por log (x+10) relaciona-se com a variável
severidade em 80 %, e esta explicação é significativa a 1% de probabilidade (r=0,8002**).
Para os fatores isolados, genótipos e interação isolados-genótipos, rejeitou-se a
hipótese de nulidade (P~0,05), tanto na variável incidência e quanto na variável severidade
transformadas (F
64,65
=16,57**[isolados], F
64,65
=13,86**[genótipos] e F
48,65
=5,35**[interação
isolados-genótipos], respectivamente para a variável incidência; F
12,65
=14,22**[isolados],
F
4,65
=116,21**[genótipos] e interação F
48,65
=5,24**[interação isolados-genótipos],
respectivamente para a variável severidade.
Tabela 1.13. Médias de incidência e severidade transformados dos isolados inoculados em
genótipos resistentes, intermediários e suscetíveis de Capsicum annuum e Lycopersicon
esculentum.
Isolados Hospedeiros Incidência* Severidade*
Pcp 104
Pimentão
1,8 a 1,2 a
Pct 1
Tomate
1,73 ab 1,19 ab
Pcp 31
Pimentão
1,7 ab 1,21 a
Pcp 65
Pimentão
1,69 ab 1,21 a
Pct 3
Tomate
1,66 ab 1,19 ab
Pct 19
Tomate
1,65 ab 1,19 ab
Pcbe 15
Berinjela
1,62 ab 1,07 c
Pcc 1
Cacau
1,59 ab 1,16 ab
Pcbe 19
Berinjela
1,58 ab 1,05 c
Pcbe 8
Berinjela
1,5 b 1,13 bc
Pcp 17
Pimentão
1,21 c 1,05 c
Pci 8
Pimenta do Reino
1,21 c 1,16 ab
Pcc 5
Cacau
1,2 c 1,16 ab
CV
10,49 4,2
* Médias seguidas de mesma letra na vertical não diferem entre si ao teste Tukey (P~0,05)
110
a
a
b
b
c
c
d
c
e
d
1
1.2
1.4
1.6
1.8
2
2.2
Variáveis
CNPH 409
(TS)
CNPH 410
(TI)
Santa Clara
(TR)
Yolo Wonder
(PS)
CNPH 148
(PR)
Incidência
Severidade
Figura 1.9. Médias de incidência e severidade nos genótipos de Capsicum annuum e
Lycopersicon spp (TS-tomate suscetível, TI-tomate intermediário, TR-tomate resistente, PS-
pimentão suscetível e PR-pimentão resistente).
Neste teste, a virulência de todos os isolados nos genótipos de pimentão e tomate
indicou que nos genótipos de tomate apresentaram as maiores incidências da doença e
maiores áreas de tecido lesionado, confirmando maior suscetibilidade de Lycopersicon spp.
em comparação com Capsicum annuun (Figura 1.9).
Ao observar o efeito dos isolados em todos os genótipos merece destaque o isolado
Pcp 104 e os isolados Pcp 17, Pci 8 e Pcc 5 que apresentaram as maiores e menores médias de
incidência e severidade da doença (Tabela 1.13). Isto pode indicar certa especialização dos
isolados quanto a sua virulência em cultivares de C. annuum e Lycopersicon spp. O mesmo
isolado que é virulento em pimentão, pode se comportar de forma similar em cultivares de
tomate que apresentem graus de suscetibilidade diferenciados.
O isolado Pcp 104 possivelmente tenha sua virulência potencializada pelo fato de ser
recém coletado do campo (coletado em 2004) (Tabelas 1.1 e 1.13).
Os isolados de cacau (Pcc 5) e pimenta do reino (Pci 8) foram patogênicos aos grupos
de resistência de C. annuum e Lycopersicon spp. (Tabela 1.13), contudo foram os menos
111
agressivos nos genótipos testados, sugerindo assim que a origem da planta hospedeira pode
atuar na expressão da doença, sendo um elemento importante para que o patógeno possa
expressar o seu potencial “máximo” de agressividade.
Tabela 1.14. Médias da incidência e severidade transformadas (log (x+10)) dos genótipos de
Capsicum annuum e Lycopersicon spp.
Genótipos Incidência Severidade
CNPH 409 (TS) 2.01 a 1.27 a
CNPH 410 (TI) 1.81 b 1.21 b
Santa Clara (TR) 1.54 c 1.14 c
Yolo Wonder (PS) 1.37 d 1.13 c
CNPH 148 (PR) 1 e 1 d
CV 10,49 4,00
TS - tomate suscetível, TI - tomate intermediário, TR - tomate resistente, PS – pimentão suscetível, PR –
pimentão resistente.
Dos cinco genótipos utilizados para avaliar a patogenicidade, o genótipo de tomate
CNPH 409 (Lycopersicon pennellii) foi o genótipo mais suscetível aos isolados utilizados no
experimento. Por outro lado o genótipo CNPH 148 (C. annuum), amplamente conhecido e
citado em literatura pela imunidade a P. capsici, não foi infectado por nenhum isolado
testado, confirmando a estabilidade de sua imunidade em relação a P. capsici (Tabela 1.14).
Os grupos de resistência dos genótipos foram confirmados com a inoculação de todos
os isolados oriundos de várias hospedeiras, contudo os genótipos de Lycopersicon spp. foram
em geral mais suscetíveis do que os de Capsicum sp.
No experimento, os isolados oriundos de pimentão se destacaram por apresentarem
maior agressividade nos hospedeiros testados. E estes isolados expressaram sua maior
agressividade em genótipos de Lycopersicon spp. Assim, a virulência dos isolados pode ser
preservada tanto para genótipos de pimentão como para genótipos de tomate, variando seu
grau dependendo do nível de resistência que apresente a hospedeira.
112
Tabela 1.15. Incidência de murcha de fitóftora (valores originais) causada pelos isolados de
pimentão, berinjela, tomate, pimenta e cacau em cultivares de tomate e pimentão aos seis dias
após a inoculação.
Pimentão (I) Pimentão (II) Tomate (I) Tomate (II)
Isolados
CNPH
148
Yolo
Wonder
CNPH
148
Yolo
Wonder
Santa
Clara
CNPH
410
CNPH
409
Santa
Clara
CNPH
410
CNPH
409
Pcp 31
0 100 0 20 60 100 10 20 100 100
Pcp 104
0 100 0 40 100 100 100 100 100 100
Pct 19
0 60 0 60 40 100 80 0 100 100
Pcp 17
0 0 0 0 0 0 100 0 0 100
Pcp 65
0 40 0 20 20 100 100 100 100 100
Pcbe 19
0 0 0 0 40 100 80 100 100 100
Pci 8
0 0 0 0 0 0 100 0 0 100
Pcbe 8
0 0 0 0 20 60 100 25 100 100
Pct 3
0 20 0 0 100 100 100 80 100 100
Pcbe 15
0 0 0 20 67 100 100 40 100 100
Pcc 5
0 0 0 0 0 0 50 0 20 50
Pcc 1
0 50 0 75 0 100 100 0 100 100
* I e II representam as repetições dos genótipos de tomate e pimentão.
A incidência da doença causada pelos isolados no último dia de avaliação foi muito
abreviada, indicando uma maior agressividade dos isolados em genótipos de tomate do que
nos de pimentão. Merecem destaque os isolados que foram virulentos em pimentão – origem
de pimentão Pcp 31, Pcp 104, Pcp 65, origem de tomate Pct 3, Pct 19 e origem de cacau Pcc 1
(Tabela 1.15).
De todos os genótipos de pimentão e tomate utilizados para avaliação da virulência a
incidência da doença foi maior no genótipo CNPH 409 (L. pennellii) (Tabela 1.15).
Tabela 1.16. Severidade de murcha de fitóftora (valores originais) causada pelos isolados de
pimentão, berinjela, tomate, pimenta e cacau em cultivares de tomate e pimentão aos seis dias
após a inoculação.
Pimentão (I) Pimentão (II) Tomate (I) Tomate (II)
Isolados
CNPH
148
Yolo
Wonder
CNPH
148
Yolo
Wonder
Santa
Clara
CNPH
410
CNPH
409
Santa
Clara
CNPH
410
CNPH
409
Pcp 31
0 8.6 0 5 9 9 9 7 9 9
Pcp 31
0 8 0 8 9 7 9 9 9 9
Pcp 104
0 8 0 0 9 9 9 0 9 9
Pct 19
0 0 0 0 0 0 8.3 0 0 9
Pcp 17
0 9 0 3 9 9 9 9 9 9
Pcp 65
0 0 0 0 8 6 9 7 8 9
PcBe 19
0 0 0 0 0 0 8 0 0 9
Pci 8
0 0 0 0 9 8 9 9 8.5 9
Pcbe 8
0 9 0 0 9 9 9 9 9 9
Pct 3
0 0 0 9 7 8 9 9 9 9
Pcbe 19
0 0 0 0 0 0 9 0 5 9
Pcc 5
0 9 0 8 0 9 9 0 8 9
Pcc 1
0 9 0 8 0 8 9 0 8.5 9
* I e II representam as repetições dos genótipos de tomate e pimentão.
113
A área lesionada causada pelos isolados foi muito menor em genótipos de pimentão do
que em tomate. O genótipo CNPH 148 (pimentão) se destacou como exemplo de imunidade
aos isolados de P. capsici de diferentes hospedeiros de origem. Os genótipos comerciais de
tomate “Santa Clara” classificados previamente como resistentes, apresentaram notas de
severidade variando de 7 a 9 que correspondem a sintomas apresentando grandes lesões, com
caules colapsados, planta murcha à morta (Tabela 1.16).
114
Isolado Sequência Hospedeiro Espécie Origem
Pcpi 8
AJ299734
Dianthus caryophyllus
P. tropicalis
Hawaii
Pcbe 8
AJ854284
Lycopersicon esculentum P. capsici
Itália
Pcp 82
AJ854285
Capsicum annuum P. capsici
Itália
Pcp 38, Pcp 62, Pcc 12, Pct 19, Pct 2, Pct 7
AJ854287
Cucurbita pepo P. capsici
Itália
Pcj 1, Pco 17, Phy 1,
AJ854296
Citrus clementinae P. nicotianae
Itália
Pyt 29
AY598667
N/D
Pythium cucurbitacearum
Canadá
Pcbe 3, Pcbe 9, Pca 21, Pca 24, Pca 3, Pca 33, Pcp 106,
Pcp 16, Pcp 20, Pcp 29, Pcp 39,Pcp 42, Pcp 60, Pcp 72,
Pcp 83, Pcp 88, Pcp 98, Pcc 1, Pct 10, Pct 28, Pct 29, Pct
3, Pct 17, Pct 32, Pct 30, Pct 31
AY726623
Capsicum annuum P. capsici
México
Pcp 3
AY833528
N/D
P. nicotianae
Inglaterra
Pcbe 23
AY833527
N/D
P. nicotianae
N/D
Pcc 14
DQ464055
Theobroma cacao P. capsici
Brasil
Pca 11, Pca 12
DQ464056
Capsicum annuum P. capsici
EUA
Pcp 41
DQ464037
Theobroma cacao P. capsici
EUA
Pcp 47, Pcp 86
DQ069293
Cucurbita sp. P. capsici
Inglaterra
Total de Isolados
47
1.3.5. Caracterização molecular utilizando seqüenciamento da região ITS 1, 5.8S e ITS 2
do rDNA.
O produto da amplificação obtido através de PCR com os primers ITS4 e ITS 6
resultaram num fragmento de + 900 bp para todos os isolados de Phytophthora analisados
(Figura 1.10). Alguns isolados apresentavam ainda pequenas variações no tamanho do
fragmento amplificado. Isolados pertencentes a gêneros diferentes de Phytophthora
apresentaram bandas inespecíficas provavelmente devido ao não ajuste dos ciclos da reação
de PCR (Figura 1.10).
Quarenta e sete isolados de Phytophthora de diversas procedências geográficas e
hospedeiras foram avaliados. O resultado do alinhamento das sequências pelo método Clustal
mostrou que algumas sequências são idênticas (tabela 1.17). Estas sequências foram
agrupadas e apenas um representante do grupo foi submetido à análise filogenética.
Tabela 1.17. Agrupamento de sequências idênticas via alinhamento pelo método Clustal.
Os isolados de pimentão Pcp 29-(A1, DF), Pcp 60-(A1, SP), Pcp 62-(A1, DF), P83-
(A1, DF), P88 (A1, SP), P98-(N/D, MG), P104-(N/D, SC), tomate T2-(A2, MG), Pct3-(A1,
GO), Pct 30-(N/D, GO), abóbora Ca3-(N/D, DF), Ca21-(a1, MG), Pca 21a (A1, MG), Ca35a
(N/D, DF), e berinjela Pcbe 3 (A1, PE) tiveram a seqüência idêntica a um isolado identificado
como P. capsici, oriundo de pimentão, localizado no México(GeneBank AY726623, Tabela
1.17). Estes isolados de seqüências idênticas não apresentaram nenhum padrão com relação
115
ao grupo de compatibilidade nem quanto à distribuição geográfica nos Estados brasileiros,
ficando distribuídos nas regiões Nordeste, Sudeste, Sul e Centro-oeste (Tabela 1.17).
No grupo Capsici observou-se diferenças de 1 a 4 nucleotídeos. Este grupo contém
isolado que são originários de várias partes do Brasil, indicando que a variabilidade
encontrada é reduzida dentro deste grupo. O isolado do GeneBank de P. infestans apresentou
diferença de 8 nucleotídeos do final da região 5,8S e ITS 2 com o grupo Capsici. O grupo
Tropicalis diferenciou-se do grupo Capsici em até 1 nucleotídeo (Figura 1.11). O número de
polimorfismos encontrados nos genes ribosomais é bastante reduzido devido ao fato deste ser
uma molécula com funções essenciais na célula (Weider et al., 2005).
116
Isolados Grupo
N
o
. Isolados por
Sugrupos
C-1) Pca 12, Pcp 39b, Pca 33. Capsici 3
C-2) Pcp 62a. Capsici 1
C-3) Pct 17a. Capsici 1
C-4) Pcp 83. Capsici 1
C-5) Pca 11b. Capsici 1
C-6) Pca 32. Capsici 1
C-7) Pca 35a. Capsici 1
C-8) Pcbe 19. Capsici 1
C-9) Pcbe 2. Capsici 1
C-10) Pcp 82. Capsici 1
C-11) Pct 31c. Capsici 1
C-12) Pcbe 9. Capsici 1
C-13) Pcc1, Pcc 12, Pcp 20, Pct 19, Pct 30, Pct
7, Pcp 104, Pcbe 8, Pcp 88, Pct 28, Pct 31a, Pct
32a.
Capsici 12
C-14) Pci8a. Capsici 1
C-15) Pct 2c. Capsici 1
C-16) Pct 3a. Capsici 1
C-17) Pca 31. Capsici 1
C-18) Pca 34a. Capsici 1
C-19) Pcp 42. Capsici 1
C-20) Pcp60a, Pcp 98a, Pct 29, Pcp 47, Pci 1,
Pct 2a, Pcbe 15, Pcp 39, Pcp 39c, Pcp 86a, Pcpi
1, Ca 11, Ca 25, P20, P47, P86, T19, T32, Pca
24a, Pcp 43b, Pcp 86,
Capsici 21
C-21) P39b, Pcp 72a, T17, Be15, Be 19a, Be 2,
Ca23, Ca32, P38, P62, Pcc12, T 28, Pca23a,
Pcbe 19a
Capsici 15
C-22) J2, Pcj2, Ca34, T3a, Be8, Ca24, P16, P42,
P72, Pcc 1a, T29, Pca 25, Pcp 29a, Pcp 4, Pcp
43 a, Pcp 72b.
Capsici 16
C-23) C annuum Mexico, Pcp 62, Pcp 62, Pcbe
3, Pca 21a, T2, P98, P60, P29, Ca3, Ca21, P83,
T30, P88, Ca35a, P104, Pct3.
Capsici 17
C-24) Pcbe3b. Capsici 1
C-25) P41, Pcp41. Capsici 2
C-26) Be3. Capsici 1
T-1) Pcc14, tropicalis Anth Brazil. Tropicalis 2
T-2) Pci 8. Tropicalis 1
N-1) P3a, Pcp 3. Nicotianae 2
N-2) Be9a, Be23a, J1, P17, Phy1, Pcj1b,
PhyMamo1, Pcp 3a, Pcp3b, Phymamo1, Pcp17b,
Pcp 17, nicotianae N tabacum Itália.
Nicotianae 13
N-3) Pcbe 23a. Nicotianae 1
N-4) Pcp 17a. Nicotianae 1
N-5) PhyMamo1c Nicotianae 5
N-6) Pcpj1 Nicotianae 6
1) Pcc1c (separou-se de todos os isolados) Capsici 1
1) infestans potato Infestans 1
Tabela 1.18. Agrupamentos e sub-agrupamentos de seqüências do final da região 5,8S e
região ITS 2 de isolados de Phytophthora analisados e dos isolados do Gene Bank.
117
Com base na seqüência do final do gene 5,8S e ITS 2 do rDNA observou-se que
alguns isolados tiveram as seqüências idênticas nessas região (seqüência mais variável),
merecendo destaque o subgrupo 20 que apresentou o maior número de isolados com
seqüências idênticas (21 isolados) representados por isolados oriundos de pimentão, pimenta,
tomate, abóbora e berinjela (Tabela 1.18).
No grupo Capsici que representa a maioria dos isolados que são originários de várias
partes do Brasil, suas seqüências dos subgrupos se diferenciaram de 1 a 4 nucleotídeos
indicando que P. capsici nos diferentes Estados e macroregiões apresenta diferenças da região
ITS 2 em até quatro nucleotídeos. O isolado do GeneBank de P. infestans apresentou
diferença de 8 nucleotídeos do final da região 5,8S e ITS 2 com o grupo Capsici. O grupo
Tropicalis diferenciou-se do grupo Capsici em até 1 nucleotídeo (Figura 1.11).
118
Figura 1.10. Gel de agarose do produto de PCR de alguns isolados de Phytophthora e alguns
outros gêneros fúngicos analisados, utilizando os primers universais ITS 4 e ITS 6 do rDNA.
Pca 31
Pca 12
Pcp 42
Pca 22
Pct 19
Pcc 12
900 bp
Pcbe 9
Pct 17
Pct 29
Pca 33
Pcp 20
Pcbe 16
Pct 28
Pct 31
Pcp 82
Pcp 60
Pcp 41
Pcp 28
Pcc 5
Pcp 88
Pcbe 15
Pct 30
Pca 34
Pca 35
Pcp 86
Pcbe 8
Pcp 104
Pca 24
Pcbe 23
Pcbe 3
Pcp 16
900 bp
Pct 3
Pca 32
Pcbe 19
Pcj 1
Pct 2
Phy 1
Pcbe 23
Pca 23
Pca 24
Pca 1
Pct 31
Pcbe 2
Pci 8
Pcc 14
Pcc 1
Pca 25
Pcpi 1
Pcp 106
Pct 2
Alternaria 1015
Alternaria 659
Pythium 29
Verticillium 2
Pythium 58
Colletotrichum 61
Colletotrichum 91
Pca 35
900 bp
Pcbe 19
Pcc 1
Pca 21
Pcp 29
Pcc 14
Pct 10
Pci 8
Phy 1
Pct 10
Pct 7
Pct 3
Pcp 59
Pcp 47
Pcp 39
Pcp72
Pct 2
Pcp 3
Pcp 83
Pcp 38
Pcp 43
Pcp 39
Pct 32
Pca 3
Pca 11
Pcpa 15
Pcp 17
Pcp 39
Pca 32
Pc 62
Pct 31
Pcj1
119
Figura 1.11. Agrupamento de isolados de Phytophthora de hortaliças baseado no
alinhamento da porção final do gene 5,8S e a região ITS 2 pelo método Clustal.
Número de nucleotídeos da região
5,8 S e ITS 2
120
Figura 1.12. Consenso de 1000 árvores obtidas por parsimônia e baseada na sequência das
regiões ITS 1 e 2 e o gene 5,8 S (A porcentagem após 1000 repetições pelo método Bootstrap
é dada em cada clade).
121
Tabela 1.19. Resumo dos caracteres morfológicos, biológicos e moleculares dos isolados de
Phytophthora analisados*.
Ord. Código GC C L Rel C:L
C ped
Méd
Taxa
Cresc
mm.dia
-1
EC
50
Reação
Metalaxil
PF
Espécie
Gene
Bank
POS H.O.
Pcp - Isolados de Pimentão (Capsicum annuum)
1 Pcp 01 A1
2 Pcp 03 A1 43.4+6.3 20.0+2.4 2.2+0.4 35,3 11.3 30.618 Intermediária MA nicotiana
e
Inglaterra N/D
3 Pcp 04 A1
4 Pcp 05 A1
5 Pcp 06 A2 11.7 40.785 Intermediária
6 Pcp 07 NP 55.0±8.2 34.1±4.6 1.6±.14 50,1 FA
7 Pcp 08 A1 33.8±4.8 19.6±1.7 1.7±0.3 12.0 0.5811 Sensível FA
8 Pcp 10 N/D 45.1+6.5 24.9+3.3 1.8+0.4 0.3586 Sensível
9 Pcp 15 A1
10 Pcp 16 A1 48.1±6.3 29.8±3.4 1.6±0.2 12.2 11.686 Sensível FA capsici México C. annuum
11 Pcp 17 A1 12.7 0.0353 Intermediária FA
12 Pcp 18 A1
13 Pcp 20 A1 44.0±5.5 30.6±4.6 1.5±0.2 54,0 11.4 29.12 Intermediária MA capsici México C. annuum
14 Pcp 24 A1
15 Pcp 25 A2 42.6+9.4 22.1+3.6 2.0+0.5
16 Pcp 26 A1
17 Pcp 29 A1 42.4+
5.8 19.5+2.5 2.2+0.4 44,3 10.6 19.843 Intermediária capsici México C. annuum
18 Pcp 30 A1 79.9+
9.6 42.4+5.6 1.9+0.4 57,1 11.3 21.592 Sensível
19 Pcp 31 A1 65.5+8.0 34.2+3.8 1.9+0.3 10.8 18.789 Intermediária MA
20 Pcp 32 A1
21 Pcp 33 A1 92.2+11.
0
50.9+5.8 1.8+0.3 10.5 27.106 Intermediária
22 Pcp 34 NP 43.1+6.2 21.9+3.3 2.0+0.4 41,7 9.5 21.518 Intermediária AA
23 Pcp 35 A1 58.6±6.7 33.6±3.7 1.8±0.2 57,4 11.0 58.755 Intermediária AA
24 Pcp 38 A1 36.0+4.3 21.0+2.9 1.7+0.3 41,6 11.6 1.263 Sensível MA capsici Itália C. pepo
25 Pcp 39 A2 FA capsici México C. annuum
26 Pcp 40 A2
27 Pcp 41 NP 28.0+5.8 13.3+2.4 2.2+0.5 32,0 11.8 0.0573 Sensível FA capsici EUA T. cacao
28 Pcp 42 A1 60.3+8.9 28.3+3.1 2.2+0.4 63,3 12.3 31.836 Intermediária MA capsici México C. annuum
29 Pcp 43 N/D 50.1±7.4 33.1±5.6 1.5±0.1 39,9 AA
30 Pcp 46 N/D 59.0±6.7 33.5±4.2 1.8±0.2 56,0 FA
31 Pcp 47 A2 28.9+4.1 14.2+2.1 2.1+0.4 12.8 3.57 Intermediária capsici Inglaterra Cucurbita
sp.
32 Pcp 48 N/D
33 Pcp 52 N/D
34 Pcp 53 9.3 2.6 Intermediária
35 Pcp 55 A2
36 Pcp 56 A1 FA
37 Pcp 59 A2 57.2+11.
7
25.9+4.6 2.2+0.5 13.0 0.539 Sensível
38 Pcp 60 A1 46.2+7.5 31.9+3.9 1.5+0.2 7,0 13.183 Sensível AA capsici México C. annuum
39 Pcp 61 A1 35.8+5.1 21.3+2.1 1.7+0.3
40 Pcp 62 A1 33.1+4.6 22.0+3.1 1.5+0.3 9.8 0.7481 Sensível MA-FA capsici Itália C. pepo
41 Pcp 63 A1 64.7+13.
0
25.4+3.0 2.6+0.6 8.8 0.7537 Sensível AA
42 Pcp 64 A1 28.9±5.2 20.7±2.3 1.4±0.3 69,3 8,5 0.001 Sensível MA
43 Pcp 65 A1 34.7±3.8 20.9±3.1 1.7±0.3 AA
44 Pcp 66 A1 34.7±5.8 23.3±3.1 1.6±0.3 8.9 0.0474 Intermediária AA
45 Pcp 67 A1 37.7±8.3 23.2±3.6 1.7±0.5 35,4 8,7 0.9667 Sensível AA
46 Pcp 68 A1 47,1 11.3 2.295 Sensível AA
47 Pcp 69 A1 46.1±6.7 23.7±2.6 2.0±0.3 51,0 10.7 16.706 Intermediária
48 Pcp 70 A1 50.0±6.2 29.9±4.2 1.7±0.3 8.8 0.0001 Intermediária AA
49 Pcp 71 A1
50 Pcp 71 A1
122
51 Pcp 72 A1 9.8 0.3857 Intermediária AA capsici México C. annuum
52 Pcp 73 A1 10.8 FA
53 Pcp 74 A1
54 Pcp 75 A1 36.7±9.3 22.8±2.5 1.6±0.4 35,3 9.1 33.684 Sensível MA
55 Pcp 76 A2 63.0±8.8 36.8±4.6 1.7±0.3 11.8 0.4395 Intermediária
56 Pcp 77 A1
57 Pcp 78 A1
58 Pcp 79 N/D
59 Pcp 80 N/D
60 Pcp 81 N/D
61 Pcp 82 NP 52.2±6.9 28.9±2.7 1.8±0.2 54,8 12.3 20.329 Sensível AA capsici Itália C. annuum
62 Pcp 83 A1 56.9±8.0 32.4±4.0 1.8±0.3 12.4 10.521 Sensível AA capsici México C. annuum
63 Pcp 86 A2 50.0±3.4 20.9±2.6 2.4±0.1 79,3 13.1 0.2335 Sensível MA capsici Inglaterra Cucurbita
sp.
64 Pcp 87 A2 54.1±6.1 30.2±3.6 1.8±0.2 75,6 13.3 0.1472 Sensível AA
65 Pcp 88 A1 53.0±6.3 33.5±3.4 1.6±0.2 56,0 AA capsici México C. annuum
66 Pcp 89 A2
67 Pcp 94 NP
68 Pcp 95 NP
69 Pcp 96 NP
70 Pcp 97 A1 52.6±6.4 38.2±3.2 1.4±0.1 12.4 18.239 Intermediária FA
71 Pcp 98 NP 58.7±5.5 34.3±3.8 1.7±0.2 14.9 0.3754 Sensível AA capsici México C. annuum
72 Pcp 99 A1 67.9±9.2 31.5±3.9 2.2±0.3 12.1 0.912 Sensível AA
73 Pcp 100 NP 12.8 39.486 Intermediária MA
74 Pcp 101 NP 59.0±7.9 38.4±4.9 1.5±0.2 60,8 19.8 1.005 Sensível AA
75 Pcp 102 NP 0.9546 Sensível AA
76 Pcp 103 NP 11.1 0.1666 Sensível AA
77 Pcp 104 N/D
78 Pcp 105 N/D
79 Pcp 105 N/D
80 Pcp 106 N/D capsici México C. annuum
81 Pcp 107 N/D
82 Pcp 108 N/D
Pct - Isolados de Tomate (Lycopersicon esculentum)
83 PCt-01 N/D 56.3±6.5 40.3±4.9 1.5±0.3 11.3 31.429 Sensível
84 PCt-02 A2 10.8 27.447 Sensível capsici Itália C. pepo
85 PCt-03 A1 10.3 17.676 Intermediária AA capsici México C. annuum
86 PCt-04 A1
87 PCt-05 N/D
88 PCt-06 N/D
89 PCt-07 N/D 62.2±6.7 46.3±3.2 1.6±0.2 9.5 capsici Itália C. pepo
90 PCt- 08 A2
91 PCt-09 A1
92 PCt-10 A1 51.2±6.3 27.5±3.6 1.9±0.2 67,5 11.0 0.2143 Sensível capsici México C. annuum
93 PCt-11 A1 11.1 0.2743 Intermediária
94 PCt-12 A1 10.9 0.3617 Sensível
95 PCt-13 A1 11.9 0.343 Sensível AA
96 PCt-14 A1
97 PCt-15 A1 10.0 0.2254 Sensível AA
98 PCt-16 A1
99 PCt-17 A1 53.7±6.3 28.6±3.6 1.9±0.2 44,4 10.3 11.928 Sensível FA capsici México C. annuum
100 PCt-19 A1 47.5±5.5 35.5±4.0 1.3±0.2 55,2 12.6 1.71 Intermediária capsici Itália C. pepo
101 Pct 20 A1 12.4 0.6023 Sensível MA
102 Pct 21 A1 12.3 0.3856 Sensível
103 Pct 22 A1 11.6 0.385 Sensível AA
104 Pct 23 A1 65.9±11.0 31.8±4.9 2.1±0.3 62,0 12.3 0.663 Sensível FA
105 Pct 24 A1 8.4 0.6568 Sensível MA
106 Pct25 A1 AA
123
107 Pct26 NP 11.318 Sensível
108 Pct27 NP 11.9
109 Pct 28 NP 50.9±6.4 33.8±5.3 1.5±0.2 67,3 capsici México C. annuum
110 Pct 29 NP capsici México C. annuum
111 Pct 30 NP
112 Pct 32 NP
Pca - Isolados de Abóboras (Cucurbita maxima, C. moschata)
113 Pca-1 N/D 47.2±5.0 27.4±4.0 1.7±0.2 52,4 10.2 1.582 Sensível AA
114 Pca-2 N/D
115 Pca-3 N/D 44.7±5.0 27.5±3.4 1.6±0.2 53,8 40.646 Intermediária MA capsici México C. annuum
116 Pca 4 A1 43.4±3.3 28.3±2.5 1.5±0.1 54,0 8.9 0.8142 Sensível AA
117 Pca-05 N/D
118 Pca-06 N/D
119 Pca-07 A1
120 Pca-08 A1
121 Pca-09 A1
122 Pca-09 A1
123 Pca-10 A1
124 Pca-11 A1 AA capsici EUA C. annuum
125 Pca-12 A1 AA capsici EUA C. annuum
126 Pca-13 A2
127 Pca-14 A2 55.7±5.5 28.9±3.9 1.9±0.2 60,2 10.5 4.891 Intermediária
128 Pca-15 A1 49.8±5.3 29.4±2.7 1.7±0.2 55,6 AA
129 Pca-16 A1
130 Pca-17 A1
131 Pca-18 N/D
132 Pca-19 A1
133 Pca-20 A1
134 Pca-21 A1 47.6±9.3 34.2±4.9 1.4±0.2 50,2 11.1 11.76 Intermediária MA capsici México C. annuum
135 Pca 22 A2 9.8 0.0124 Sensível AA
136 Pca 23 N/D 10.6 0.0562 Sensível MA
137 Pca 24 NP 56.0±9.3 34.9±2.6 1.6±0.3 12.5 12.958 Sensível MA capsici México C. annuum
138 Pca 25 NP 11.8 0.5555 Sensível AA
139 Pca 26 N/D
140 Pca 27 N/D
141 Pca 28 NP
142 Pca 29 NP
143 Pca 30 NP capsici México C. annuum
144 Pca31 NP 50.8±4.1 31.5±4.1 1.6±0.2 70,6 MA capsici México C. annuum
145 Pca32 NP 47.7±5.9 30.1±3.0 1.6±0.2 74,5 capsici México C. annuum
146 Pca33 NP 50.1±6.6 31.1±4.4 1.6±0.2 60,1 AA capsici México C. annuum
147 Pca34 NP 50.5±5.2 31.4±3.6 1.6±0.1 61,0 AA
148 Pca35 N/D 47.6±4.6 30.0±3.0 1.6±0.2 AA
149 Pca36 N/D
150 Pca37 N/D
151 Pca38 N/D
152 Pca39 N/D AA
Pcbe - Isolados de Berinjela (Solanum melongena)
153 Pcbe-2 A1
154 Pcbe-3 A1 capsici México C. annuum
155 Pcbe-4 A1
156 Pcbe-5 A1
157 Pcbe-6 A1
158 Pcbe-7 A1
159 Pcbe-8 A2 AA capsici Itália L.
esculentum
160 Pcbe-9 A1 AA capsici México C. annuum
161 Pcbe-10 N/D
124
162 Pcbe-11 N/D
163 Pcbe-12 N/D
164 Pcbe-13 N/D
165 Pcbe14 N/D
166 Pcbe15 N/D 52.9±5.1 33.0±3.8 1.6±0.1 43,6 MA
167 Pcbe16 N/D
168 Pcbe17 N/D
169 Pcbe18 N/D
170 Pcbe19 N/D
171 Pcbe20 N/D
172 Pcbe 22 NP
173 Pcbe 23 NP nicotiana
e
N/D N/D
Pcc - Isolados de Cacau (Theobroma cacao)
174 Pcc 1 NP 44.1±5.5 34.3±5.6 1.3±0.3 MA capsici México C. annuum
175 Pcc 2 NP
176 Pcc 3 A1 FA
177 Pcc 5 NP 10.5 0.7527 Sensível AA
178 Pcc 12 A1 57.5±8.2 32.6±5.1 1.8±0.2 60,3 8.9 0.2405 Sensível AA capsici Itália C. pepo
179 Pcc 13 NP 34.8±4.5 19.3±2.5 1.8±0.3 46,5
180 Pcc 14 NP 10.6 0.2392 Sensível MA capsici Brasil T. cacao
181 Pcc 15 NP 0.9483 Intermediária
Pci - Isolado de Pimenta do Reino (Pipper nigrum)
182 PCi 8 NP 0.6287 Sensível AA tropicalis Hawaii
Dianthus
caryophyll
us
Pcm - Isolados de Mandioca (Manihot esculenta)
183 PCm-14 A1 59.0±7.6 30.7±4.5 1.9±0.2 65,1 MA
184 PCm-22 A1
185 PCm-23 A1
Pcpe-Isolado de Pepino (Cumcumis sativus)
186 Pcpe 1 A2
187 Pcpe 2 N/D
188 Pcpe3 N/D
Pcj - Isolados de Jiló (Solanum gilo)
189 Pcj1 NP nicotiana
e
Itália Citrus
clementina
e
190 Pcj2 NP 10.4 0.2901 Sensível
191 Pcj3 NP 56.5±5.6 29.2±3.7 2.0±0.3 39,1 10.3 0.2023 Sensível AA
Pcs - Isolados de Seringueira (Hevea brasiliensis)
192 Pcs1 NP 41.7±5.7 24.7±2.9 1.7±0.2 40,6 FA
193 Pcs2 NP FA
*N/D não determinado; NP isolado não pareou; GC – grupo de compatibilidade; C – comprimento do
esporângio; L – largura do esporângio; Rel C:L - relação comprimento largura do esporângio; C ped méd –
comprimento médio do pedicelo do esporângio; EC
50
– concentração efetiva de metalaxil capaz de inibir em
50% o crescimento micelial; PF – patogenicidade em frutos de pimentão (AA, altamente agressivos; MA,
moderadamente agressivos e FA fracamente agressivos); POS – país de origem em que o isolado em estudo teve
maior similaridade com a seqüência do isolado depositado no Gene Bank; HO – hospedeiro de origem.
125
1.4. DISCUSSÃO
1.4.1. Caracterização morfológica e fisiológica
Dimensões do esporângio e oósporo: As dimensões do esporângio dos isolados
oriundos de pimentão foram de 124,0-17,40(50,0) x 62,0-9,0(28,5) μm, de tomate 150,2-
38,1(65,9) x 76,2-8,3(38,1) μm e de abóbora foram 149,2-27,3(53,8) x 52,5-6,8(31,9) μm.
Nenhum padrão de dimensão esporangial demonstrou especificidade morfométrica quanto ao
hospdeiros de origem (Tabela 1.2), sendo observado que as dimensões se enquadram com
padrões verificados da P. capsici (Tabela 1). Vários fatores podem afetar a morfologia
esporangial desde o conteúdo do meio de cultura, aeração, luminosidade, além de
características genéticas (Erwin & Ribeiro, 1996). Zhang et al. (2004) ressaltaram que as
características morfológicas de isolados de Phytophthora são altamente influenciadas pelo
ambiente, desta forma a variabilidade morfológica dentro da mesma espécie é um fato
previsível e também já observado. Ristaino (1990) também não observou qualquer relação
entre comprimento do esporângio e diâmetro do oogônio com a planta hospedeira de origem.
O padrão para P. capsici quanto a relação C:L é de valores superiores a 1,7 segundo
Uchida & Aragaki (1985) como apresentado para a maioria das médias dos isolados aqui
estudados (Figura 1.1 e Anexo 1.1)
A análise do formato dos esporângios dos isolados representados nesta coleção
revelou uma variabilidade morfológica semelhante à observada por Mchau e Coffey (1995).
A grande amplitude de variação do comprimento de pedicelo entre os isolados é fato
conhecido e taxonomicamente aceitável para P. capsici, também foi observado por Ristaino
(1990). Newhook et al. (1978) com base nas características de pedicelo distribuíram as
espécies de Phytophthora nos seguintes grupos: 1. de pedicelo curto (menos que 5 µm) e
largo forma morfológica 1 (P. palmivora MF1, P. infestans e P. cactorum); de pedicelo
intermediário (5 a 20 µm) fino e com conteúdo protoplasmático (P. botriosa, P. colocasiae, P.
megakarya (=P. palmivora MF3); e de pedicelo longo acima de 20 µm (P. hibernalis, P.
126
palmivora MF4 e P. capsici). Assim, segundo esta característica os isolados aqui analisados
estão enquadrados (maioria) no grupo dos isolados com pedicelo longo, típicos de P. capsici.
Alguns isolados mostraram pedicelos menores (12-28 µm), como é o caso de alguns oriundos
de pimentão : isolados Pcp 7, Pcp 38, Pcp 41 e Pcs 1 oriundo de seringueira.
Apenas um isolado de pimentão (Pcp 3, Figura 2F) produziu clamidósporos em meio
de cultura, repetindo observação feita por Leonian (1922). Ristaino (1990) ressaltou que
isolados de pimentão e abóbora não produzem clamidósporos em meio de cultura, contudo
Alizadeh & Tsao (1985) citaram que é abundante em isolados de P. capsici oriundos de
pimenta-do-reino, cacau e macadâmia. Uchida e Aragaki (1985) relataram a ocorrência de
clamidósporos em isolados de P. capsici oriundos de não solanáceas (exceção isolados de
berinjela), e advertiram que a produção estaria condicionada pelo método de cultivo e
condições especiais do meio. Este isolado (Pcp 3) em análise molecular da região ITS 2 foi
identificado como sendo P. nicotianae – outra espécie de Phytophthora causando podridão do
colo em pimentão. Deste modo, os resultados obtidos apóiam a descrição original de Leonian
(1922) quanto ao fato de ausência de clamidósporo produzido por isolados de P. capsici. A
ausência de clamidósporos é uma característica importante de isolados de P. capsici de
hortaliças pimentão, tomate e abóboras, e em outras hospedeiras principalmente as perenes é
variável, sendo produzidos apenas por alguns isolados (Aragaki & Uchida, 2001). A presença
de clamidósporos de isolados oriundos de campos de pimentão, pode sugerir que se trata de
um isolado de P. nicotinae, espécie de Phytophthora também causadora da murcha-de-
fitóftora para a cultura em outros países.
Alguns isolados possuem padrões de crescimento micelial diferente daquele
normalmente mostrado por P. capsici. Um dos casos foi o do isolado Pcp 3 que apresentou
tipo de colônia cotonosa e micélio aéreo. Os isolados que apresentaram colônia aérea (que
não é um padrão típico para P. capsici) foram os isolados de pimentão Pcp 3, Pcp 29, Pcp 47,
Pcp 59, os isolados de tomate Pct 19, Pct 33, de berinjela Pcbe 23, de jiló Pcj3, Pcj 1, de
127
cacau Pcc5 e Pcc 13, resultando numa indicação preliminar de que possivelmente possa se
tratar espécies diferentes à P. capsici (Tabela 1.5), como foi confirmado para o isolado de
Pcp3 que foi identificado molecularmente como sendo P. nicotianae. A espécie P. capsici
possui micélio rasteiro e tipo de colônia rosiforme, já P. nicotianae possui micélio aéreo e
tipo de colônia não rosiforme como observado por English et al. (1999). Até o momento a
ocorrência de P. nicotianae em cultivos de pimentão estava geograficamente localizada na
Tunísia (Allagui & Lepoivre, 2000) e Espanha (Andréz et al., 2003), sendo esta uma primeira
constatação de P. nicotianae em pimentão no Brasil.
Waterhouse et al. (1983) citaram que as espécies P. syringae, P. porri, P. primulae, P.
infestans e P. phaseoli apresentam taxas de crescimento em meio de cultura muito lentas, ao
contrário do que ocorre com P. capsici. Todos os isolados analisados tiveram amplitudes de 7
a 19,8 mm.dia
-1
, sendo no caso dos isolados de pimentão 8,4 a 12,6 mm.dia
-1
, para isolados
de tomate 8,4 a 12,6 mm.dia
-1
, isolados de abóbora de 8,9 a 11,8 mm.dia
-1
, jiló 10,3 a 10,4
mm.dia
-1
e cacau 8,9 a 10,6 mm.dia
-1
compatíveis as taxas de crescimento de P. capsici,
descritas por Mickovska (1981) que foram de 11-12 mm.dia
-1
(Tabela 1.6).
A variação da AACCM e as taxas de crescimento são as esperadas e não foi detectada
tendência que explicasse especialização, contudo apenas observou-se variabilidade dos
isolados utilizando estes marcadores fenotípicos.
A coleção de isolados foi caracterizada fisiológica e morfologicamente, ajustando-se
as medidas obtidas com as medidas descritivas da espécie P. capsici.
Deste modo a maioria dos isolados de Phytophthora analisados foram identificados
com base em critérios morfológicos descritos para P. capsici, restando para alguns isolados de
comportamento morfológico diferenciados o uso de ferramentas moleculares.
1.4.2. Identificação de grupos de compatibilidade
128
Nesta coleção foram encontrados 93 isolados pertencentes ao GC A1 e 9 isolados
pertencentes ao GC A2. Estes resultados confirmam a prevalência de A1 observada por Rêgo
& Reifschneider (1982), que analisaram 23 isolados, em sua maioria da região Centro Oeste
(Brasil). Marque et al. (1999) detectaram dois isolados de cada GC de P. capsici.
A produção de oogônios pode variar quanto ao tipo de parental (isolado padrão)
utilizado (English et al., 1999), sendo importante frisar que alguns isolados da coleção
(exemplo: Pcp 7, Pcp 41, Pcp 82, Pcp 94, Pct 28, Pci 8, Pcbe 23, Pcc 14, Pcj 1, Pcs 1 ) foram
estéreis sexualmente, pois não realizaram cruzamentos, nem tão pouco produziam oogônios.
Vinte e um porcento dos isolados não produziram oogônios quando pareados com padrões
pertencentes a ambos os grupos de compatibilidade. Neste trabalho o heterotalismo foi um
fenômeno observado em 54,9 % dos isolados de Phytophthora, pois estes formaram oogônios
em cruzamentos in vitro.
Segundo Rêgo & Reifschneider (1982) a distribuição de grupos de compatibilidade
estaria mais relacionada com a região geográfica de origem dos isolados, do que com as
hospedeiras, o que foi confirmado neste estudo. Isolados obtidos de pimentão, e procedentes
de várias regiões, classificaram-se em grupos de compatibilidade diferentes, sugerindo que os
grupos de compatibilidade estão distribuídos de acordo por região. No Distrito Federal a
quase totalidade dos isolados pertencem ao grupo A1, confirmando os levantamentos de Rêgo
& Reifschneider (1982).
No entanto, Silvar et al. (2006) em 16 isolados de P. capsici analisados da Espanha
não identificaram nenhum isolado pertencente ao grupo de compatibilidade A2. Lamour &
Hausbeck (2003) no Estado do Michigan, EUA, observaram em campos de produção de
cucurbitáceas e tomateiro durante os anos de 1998, 1999, 2000 e 2001, a proporção de 1:1
quanto a freqüência de grupos de compatibilidade.
129
Ademais, a ocorrência de ambos os grupos de compatibilidade num mesmo campo
produtor, é freqüente na América do Norte (Lamour & Hausbeck, 2001; Parra & Ristaino,
2001), Europa e Ásia, fato ainda não registrado na América do Sul.
A espécie P. capsici é predominantemente uma espécie heterotálica, no entanto em
muitos cruzamentos (21,2 % dos isolados) não se observaram o cruzamento entre os isolados
testados (Tabela 1.19). Em lavouras de tomate - hospedeira menos suscetível, a ocorrência e
desenvolvimento de reprodução sexuada entre populações vizinhas de patógenos não é um
fator preponderante.
Por fim, observou-se neste estudo que os isolados de mesmo campo pertencem a um
único grupo de compatibilidade, não ocorrendo nos campos produtores a reprodução sexuada,
informação importante para manejo e controle da doença.
1.4.3. Identificação de grupos de resistência a metalaxil
A resistência a metalaxil para P. capsici é amplamente relatada em literatura, onde a
molécula é utilizada em muitos países no controle da murcha de fitóftora. É possível que a
não detecção de populações resistentes neste estudo, e a baixa freqüência de populações
intermediárias, seja devido ao pouco uso do produto no Brasil, principalmente para a cultura
do pimentão. Quarenta e sete porcento dos isolados de pimentão e 13,6 % dos isolados
oriundos de tomate, mostraram sensibilidade intermediária a metalaxil.
Outro fator que deve estar dificultando a seleção de isolados resistentes no Brasil é o
fato de metalaxil ser comercializado em formulações mistas com outros princípios ativos, o
que poderia estar dificultando a seleção de estirpes resistentes (Azevedo & Oliveira, 2003).
Parra & Ristaino (1998) registraram que 50 % dos isolados de P. capsici testados
oriundos de plantas de vários campos produtores de New Jersey (EUA) e North Carolina
(EUA) foram classificados como insensíveis a metalaxil e mefenoxam, resultado antagônico
ao encontrado neste estudo, onde a maior quantidade dos isolados (66,3%) foi classificada
130
como sensível. Também McGovern et al. (1993) mostraram que isolados de P. capsici
provenientes de vários hospedeiros variaram quanto ao nível de reação a metalaxil.
A elevada freqüência de isolados de P. capsici tolerantes a metalaxil também foi
constatada na Espanha (Silvar et al., 2006). Lamour & Hausbeck (2003) observaram que 60
porcento dos isolados tiveram reação de insensibilidade ou resposta intermediária ao
mefenoxam, concluindo que o uso de mefenoxam não é uma medida de controle químico
eficaz, pois os oósporos persistem nos campos por dois anos entre plantios de cucurbitáceas e
tomateiro. A insensibilidade a metalaxil e a mefenoxam de isolados de P. capsici e P.
parasitica foi observada por vários autores (Davidse et al., 1991; Ferrin & Rohde, 1992;
Lamour e Hausbeck, 2001; Parra & Ristaino, 2001 e Café Filho & Ristaino, 2002).
Este é o primeiro estudo de caracterização e identificação da sensibilidade “in vitro”
de isolados brasileiros de Phytophthora de hortaliças (P. capsici) a metalaxil onde os
resultados parciais deste estudo foram recentemente publicados (Paz Lima et al., 2004).
A maioria dos isolados brasileiros foram sensíveis a metalaxil sendo esta informação
importante a ponto de julgar que as medidas de controle químico aplicadas para controle da
doença no Brasil, não tem selecionado populações de P. capsici resistentes, como são
observados em muitos países.
1.4.4. Patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados.
Avaliação em frutos de pimentão
A análise multivariada dividiu os isolados em três grupos de reação com base nos
dados temporais de comprimento de lesão permitindo verificar o comportamento e a maior ou
menor agressividade dos isolados nos lotes de avaliação. Em nenhum dos cinco lotes ficou
caracterizada especificidade do isolado a hospedeira.
Aragaki & Uchida (2001) ressaltaram que a patogenicidade de P. capsici em plantas
pimentão é uma característica taxonômica importante, valendo a pena ressaltar que esta
131
ocorreu em isolados inoculados em frutos de pimentão. Possivelmente a agressividade dos
isolados é maior em frutos do que em plantas.
A sintomatologia em frutos de pimentão foi bastante peculiar, como foi o caso dos
isolados oriundos de seringueira que provocaram lesões pequenas e de coloração chocolate e
de progresso da lesão bastante lento perante os demais. Possivelmente devido o isolado
possuir especificidade para infecção em plantas de seringueira. Desta forma, o isolado foi
virulento para pimentão, contudo apresentou menor agressividade quando comparado com
isolados oriundos de outros hospedeiros.
O isolado Pcpi 8, isolado de plantas de pimenta do reino, foi identificado
preliminarmente como P. tropicalis (Paz Lima et al., 2006), e este não foi virulento em
plântulas de pimentão (infectando apenas plântulas de tomate), comportamento patogênico
também relatado por Aragaki & Uchida (2001) para plântulas de pimentão inoculados por P.
tropicalis. Contudo houve um comportamento diferenciado do isolado em frutos de pimentão,
sendo este classificado como altamente agressivo.
No primeiro lote não houve correlação entre agressividade e o hospedeiro de origem,
pois os isolados de pimentão tiveram agressividades similares aos isolados de tomate
inoculados. Uma das formas de se separar P. capsici de outras espécies pertencentes ao
complexo (P. palmivora MF4, P. tropicalis) é através da patogenicidade do isolado em
plantas de pimentão (infecção na região do colo), o mesmo desdobramento não pode ser dado
para patogenicidade em frutos de pimentão devido inespecificidade apresentada.
Os isolados classificados como AA foram muito freqüentes variando de 30 a 70% nos
lotes avaliados (Tabelas 1.14 a 1.18). Os isolados Pcj 7, Pct 13, Pca 34, Pcp 98, Pcp 68
(amplitude AACPD = 153,3 a 414,8) destacaram-se como os mais agressivos em seus
respectivos lotes.
Isolados oriundos de diferentes hospedeiros foram classificados como AA, não
havendo especificidade da agressividade associado à hospedeira de origem. A especificidade
132
ligada ao isolado (independente do hospedeiro de origem) pode desenvolver através do
cruzamento de espécies (resultando híbridos) modificando assim seu ciclo de hospedeiros e
sua virulência, como foi observado por English et al. (1999) para P. capsici e P. nicotianae.
Com uma perspectiva futura seria importante repetir estas avaliações de agressividade
com alguns dos isolados que se destacaram em seus lotes, dando ênfase os isolados de cacau,
seringueira e pimentão identificados como fracamente agressivos no terceiro lote de avaliação
confrontando-os com os demais. Também é importante ressaltar que em alguns isolados AA
em um lote de avaliação podem ser classificados como MA em outro lote.
De acordo com Café Filho et al. (1995), a maioria das cucurbitáceas cultivadas
parecem ser suscetíveis a P. capsici, particularmente ao ataque em raízes e frutos de abóbora.
Em ensaios especiais, os frutos de abóbora como C. pepo (abobrinha) apresentam maior
suscetibilidade a infecção pelo patógeno, do que frutos cultivares de abóbora como menina
rajada (C. moschata), que possui a polpa mais firme e resistente, sendo uma linha para
estudos em programas de melhoramento visando à obtenção de cultivares com polpas firmes e
possivelmente resistentes a P. capsici.
Avaliação em plântulas de representantes de grupos de resistência
No final do período de incubação, ou seja, quatro dias após a inoculação,
Reifschneider et al. (1986) obervaram o aparecimento dos primeiros sintomas de P. capsici
em cultivares suscetíveis de pimentão. Nesta avaliação aos dois dias foram observados
sintomas em genótipos resistentes de tomate e o período de incubação foi mais curto para os
genótipos de tomate acessos CNPH 409 (L. pennellii) e CNPH 410 (L. chilense).
É importante destacar o isolado Pci 8, oriundo de pimenta do reino, que em
sequenciamento da região ITS foi identificado como P. tropicalis (Paz Lima et al., 2006),
apresentou a menor virulência quando inoculado em plântulas de grupos de resistência de
pimentão e tomate, confirmando os resultados apresentados por Aragaki e Uchida (2001) que
relataram que P. tropicalis é fracamente agressivo ou não virulento em plantas de pimentão.
133
O isolado Pcp 104, oriundo de pimentão, coletado em Porto Belo, SC, que foi
altamente agressivo em genótipos de tomate e pimentão desenvolvendo elevados valores de
incidência e severidade.
Alaggui & Lepoivre (2000) relataram que isolados de P. nicotianae oriundos de
lavouras de pimentão da Tunísia, espécie bastante incidente em lavouras de pimentão, foram
altamente agressivos em plantas de pimentão, fracamente agressivos em tomate e berinjela, e
não virulentos em plantas de fumo, levando a considerar que os isolados de P. nicotianae de
pimentão são mais especializados a plantas de pimentão do que os isolados de P. capsici
oriundos do Brasil. Nesta coleção, também observou-se ocorrência de P. nicotianae em
pimentão em baixa frequência, tal como observou-se a ocorrência de P. tropicalis em pimenta
do reino.
A suscetibilidade dos genótipos de tomate foi superior à dos genótipos de pimentão,
também registradas por Reifschneider et al. (1986), pois tiveram o período de incubação mais
curtos (dois dias), abaixo dos quatro dias para pimentão e o isolado Pct 1 merece destaque por
sua elevada agressividade nos genótipos de pimentão e tomate.
A especialização de isolados de P. capsici plantas de pimentão e abóbora foi relatada
por Ristaino (1990) e Lee et al. (2001).
Todos os isolados de pimentão, tomate, berinjela e cacau testados foram patogênicos
ao pimentão (cultivar suscetível), confirmando a patogenicidade de isolados de P. capsici
como foi observado por Ristaino (1990). Nesta avaliação, a baixa agressividade de P. capsici
foi observada para isolados de berinjela em genótipos de pimentão e tomate. Já Ristaino
(1990) observou esta baixa agressividade para isolados de abóbora em genótipos de pimentão.
A patogenicidade de isolados de P. capsici de cucurbitáceas em pimentão e em cucurbitáceas
já foi verificada por Crossan (1954), Kreutzer et al. (1940) e Tompkins & Tucker, (1937) não
se verificando especificidade dos isolados. A agressividade, virulência e patogenicidade estão
134
ligadas às características biológicas do isolado e não do hospedeiro de origem, grupo de
compatibilidade, entre outros marcadores.
A expressão da patogenicidade, agressividade e virulência dos isolados ocorreu de
forma diferenciada quando realizaram-se testes de patogenicidade em frutos e plântulas,
demonstrando que existem duas linhas importantes a serem consideradas em programas de
melhoramento, onde por um lado tem-se busca de plantas resistentes a doença e outra, busca
de frutos com resistência a doença.
1.4.5 Caracterização molecular utilizando seqüenciamento da região ITS 1, 5.8S e ITS
do rDNA.
No Brasil a identificação molecular de isolados P. capsici resume-se aos estudos feitos
pelos pesquisadores pertencentes ao CEPLAC (Comissão Executiva do Plano da Lavoura
Cacaueira) com os trabalhos de Faleiro et al. (2003) e Luz et al. (2003) e o grupo da Unesp-
Botucatu com o trabalho de Rosa et al. (2003).
Os ensaios de PCR utilizando primers derivados de seqüências do rDNA, foram úteis
para identificação a nível de gênero dos isolados de pimentão, abóbora, tomate e outros, pois
utilizando os primers universais ITS4 e ITS 6 (abrangendo regiões ITS 1 e 2 e gene 5,8S). Foi
considerado um isolado pertencente ao gênero Phytophthora aquele que produzisse bandas
em gel de agarose do tamanho de 900 bp como observado neste trabalho (Figura 1.10), e
também encontrado por Chowdappa et al. (2003), os mesmos primers (ITS 4 e ITS 6) foram
utilizados por Camele et al. (2005).
Alaggui & Lepoivre (2000) relataram que a região ITS 1 amplificada pela reação de
PCR produziu fragmentos de dois tamanhos onde o tamanho de 270 bp era específico de P.
capsici e 310 bp identificava P. nicotianae, isolado também encontrado nesta coleção.
A análise das seqüências do rDNA permitiu registrar pela primeira vez no Brasil a
ocorrência de P. nicotianae em pimentão, causando podridão do colo, fato já registrado na
135
China, Índia, Itália, Japão, Coréia, Ilhas Mauritâneas, Porto Rico, Estados Unidos (SBML,
2006) e Tunísia (Allagui & Lepoivre, 2000).
Estudos mais aprofundados sobre a região ITS 2 resultaram na construção de primers
espécie específicos para P. capsici como relatado por Ristaino & Johnston (1999) referindo-se
ao primer Pcap.
Neste trabalho, as sequências da região ITS 2 apresentaram maiores diferenças entre
sequências de isolados de Phytophthora analisados, e esta variabilidade maior também foi
observada por Camele et al. (2005).
Todos os isolados oriundos de pimentão foram classificados como P. capsici (maioria)
e P. nicotianae (isolado Pcp 03). Alaggui & Lepoivre (2000) relataram muitos isolados de P.
nicotianae causando podridão do colo de pimentão na Tunísia, fato não registrado no Brasil.
Luz et al. (2003) relataram que nos anos 70 e início da década de 80, P. capsici foi
responsável pela perda de inúmeras plantações de pimenta do reino na Bahia, e nesta
avaliação um isolado de pimenta do reino foi identificado como P. tropicalis. E no mesmo
período, P. capsici predominou como agente etiológico da podridão parda do cacaueiro no
Espírito Santo e na Bahia, contudo houve em novos levantamentos constatando a presença de
três outras espécies, dificultando a diagnose. Tal como P. capsici de cacau, é importante o
monitoramento de populações a fim de elucidar a ocorrência e freqüência de aparecimento de
outras espécies como P. tropicalis e P. nicotianae em hortaliças causando podridão do colo.
Oudemans & Coffey (1991) também observaram nos isolados de P. capsici o
surgimento de três subgrupos, o primeiro chamado de CAP1 agrupa a maior parte dos
isolados oriundos de solanáceas anuais e cucurbitáceas (neste estudo, grupo de isolados
brasileiros foi chamado de grupo Capsici – Tabela 1.18), tal como alguns isolados de pimenta
do reino e cacau, que foram originalmente identificados como P. palmivora MF4 (Kaosiri &
ZentMyer, 1980). O grupo CAP2 agrupou isolados oriundos de hospedeiros tropicais, tal
como pimenta do reino (neste estudo o grupo foi chamado Tropicalis = Tabela 1.18), cacau,
136
mamão, macadâmia e seringueira e isolados oriundos do Hawai identificados como P.
tropicalis. O grupo CAP3 contém o menor nível de diversidade incluindo isolados brasileiros
de cacau - neste caso os isolados analisados não tiveram semelhanças os descritos por
Oudemans & Coffey (1991) sendo classificados como Grupo Nicotianae por terem maior
similaridade (Porcentagem de identidade) de suas seqüências com P. nicotianae.
Zhang et al., (2004) ao comparar seqüências da região ITS 1 e ITS 2 do rDNA de
isolados de P. capsici, P. tropicalis, P. nicotianae e P. palmivora (as três primeiras espécies
identificadas neste trabalho) concluíram que P. palmivora e P. nicotianae possuem
comprimentos diferentes dessa região. Os isolados pertencentes aos grupos de
compatibilidade A1 e A2 de P. capsici diferenciaram-se em apenas um nucleotídeo nesta
região, e os isolados de P. tropicalis apresentam 10 diferentes nucleotídeos entre seus grupos
de compatibilidade. Neste trabalho os isolados de P. capsici diferenciaram-se em 5
nucleotídeos (Figura 1.11) com relação aos isolados de P. tropicalis. A análise filogenética
apoiou a separação de P. tropicalis, P. capsici e P. nicotianae, com base em homologia de
seqüências nos isolados analisados. Em relação às três espécies identificadas, P. tropicalis é a
espécie mais próxima de P. capsici (Figura 1.12).
Esta análise de sequência da região ITS permitiu separar os isolados em três grupos,
confirmando para a maioria que se tratavam de isolados de P. capsici, e que os marcadores
fenotípicos podem para muitos casos serem utilizados para identificação de espécies de
Phytophthora.
A maioria das seqüências analisadas da região ITS 2 esclareceu algumas indicações
mostradas por critérios morfológicos e moleculares, confirmando que existia uma maior
freqüência dos isolados como sendo P. capsici, além de serem identificados P. nicotianae e P.
tropicalis em isolados oriundos de hortaliças. A análise filogenética suporta a separação de P.
tropicalis e P. capsici, sugerindo que P. tropicalis está em processo de evolução
representando uma transição dentro de P. capsici.
137
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141
1.7. ANEXOS
Anexo 1.1 Comprimento (C), largura (L) e relação C/L dos esporângios de isolados de
Phytophththora oriundos de pimentão, tomate, abóbora, berinjela, jiló, cacau, mandioca e
seringueira (médias + desvio padrão).
Or. Isolados* Hospedeiros C µm L µm C/L
1 Pcp3 Pimentão 43.4+6.3 20.0+2.4 2.2+0.4
2 Pcp7 Pimentão 55.0±8.2 34.1±4.6 1.6±.14
3 Pcp8 Pimentão 33.8±4.8 19.6±1.7 1.7±0.3
4 Pcp10 Pimentão 45.1+6.5 24.9+3.3 1.8+0.4
5 Pcp16 Pimentão 48.1±6.3 29.8±3.4 1.6±0.2
6 Pcp20 Pimentão 44.0±5.5 30.6±4.6 1.5±0.2
7 Pcp20 Pimentão 45.6±6.0 27.4±3.2 1.7±0.2
8 Pcp25 Pimentão 42.6+9.4 22.1+3.6 2.0+0.5
9 Pcp29 Pimentão 42.4+
5.8 19.5+2.5 2.2+0.4
10 Pcp30 Pimentão 79.9+
9.6 42.4+5.6 1.9+0.4
11 Pcp31 Pimentão 65.5+8.0 34.2+3.8 1.9+0.3
12 Pcp33 Pimentão 92.2+11.0 50.9+5.8 1.8+0.3
13 Pcp34 Pimentão 43.1+6.2 21.9+3.3 2.0+0.4
14 Pcp35 Pimentão 58.6±6.7 33.6±3.7 1.8±0.2
15 Pcp38 Pimentão 36.0+4.3 21.0+2.9 1.7+0.3
16 Pcp41 Pimentão 28.0+5.8 13.3+2.4 2.2+0.5
17 Pcp42 Pimentão 60.3+8.9 28.3+3.1 2.2+0.4
18 Pcp43 Pimentão 50.1±7.4 33.1±5.6 1.5±0.1
19 Pcp46 Pimentão 59.0±6.7 33.5±4.2 1.8±0.2
20 Pcp47 Pimentão 28.9+4.1 14.2+2.1 2.1+0.4
21 Pcp59 Pimentão 57.2+11.7 25.9+4.6 2.2+0.5
22 Pcp60 Pimentão 46.2+7.5 31.9+3.9 1.5+0.2
23 Pcp62 Pimentão 35.8+5.1 21.3+2.1 1.7+0.3
24 Pcp63 Pimentão 33.1+4.6 22.0+3.1 1.5+0.3
25 Pcp64 Pimentão 64.7+13.0 25.4+3.0 2.6+0.6
26 Pcp65 Pimentão 28.9±5.2 20.7±2.3 1.4±0.3
27 Pcp66 Pimentão 34.7±3.8 20.9±3.1 1.7±0.3
28 Pcp67 Pimentão 34.7±5.8 23.3±3.1 1.6±0.3
29 Pcp68 Pimentão 37.7±8.3 23.2±3.6 1.7±0.5
30 Pcp68 Pimentão 70.9±11.1 39.8±6.9 1.8±0.2
31 Pcp69 Pimentão 46.1±6.7 23.7±2.6 2.0±0.3
32 Pcp70 Pimentão 50.0±6.2 29.9±4.2 1.7±0.3
33 Pcp75 Pimentão 36.7±9.3 22.8±2.5 1.6±0.4
34 Pcp76 Pimentão 63.0±8.8 36.8±4.6 1.7±0.3
35 Pcp82 Pimentão 52.2±6.9 28.9±2.7 1.8±0.2
36 Pcp83 Pimentão 56.9±8.0 32.4±4.0 1.8±0.3
37 Pcp86 Pimentão 50.0±3.4 20.9±2.6 2.4±0.1
38 Pcp87 Pimentão 54.1±6.1 30.2±3.6 1.8±0.2
39 Pcp88 Pimentão 53.0±6.3 33.5±3.4 1.6±0.2
40 Pcp97 Pimentão 52.6±6.4 38.2±3.2 1.4±0.1
41 Pcp98 Pimentão 58.7±5.5 34.3±3.8 1.7±0.2
42 Pcp99 Pimentão 67.9±9.2 31.5±3.9 2.2±0.3
43 Pcp101 Pimentão 59.0±7.9 38.4±4.9 1.5±0.2
44 Pct01 Tomate 56.3±6.5 40.3±4.9 1.5±0.3
45 Pct10 Tomate 51.2±6.3 27.5±3.6 1.9±0.2
46 Pct17 Tomate 53.7±6.3 28.6±3.6 1.9±0.2
47 Pct19 Tomate 47.5±5.5 35.5±4.0 1.3±0.2
48 Pct23 Tomate 65.9±11.0 31.8±4.9 2.1±0.3
49 Pct28 Tomate 50.9±6.4 33.8±5.3 1.5±0.2
50 Pct7 Tomate 62.2±6.7 46.3±3.2 1.6±0.2
51 Pca1 Abóbora 47.2±5.0 27.4±4.0 1.7±0.2
52 Pca3 Abóbora 44.7±5.0 27.5±3.4 1.6±0.2
53 Pca4 Abóbora 43.4±3.3 28.3±2.5 1.5±0.1
54 Pca14 Abóbora 55.7±5.5 28.9±3.9 1.9±0.2
142
55 Pca15 Abóbora 49.8±5.3 29.4±2.7 1.7±0.2
56
Pca21
Abóbora
47.6±9.3 34.2±4.9 1.4±0.2
57
Pca24
Abóbora
56.0±9.3 34.9±2.6 1.6±0.3
58
Pca31
Abóbora
50.8±4.1 31.5±4.1 1.6±0.2
59
Pca32
Abóbora
47.7±5.9 30.1±3.0 1.6±0.2
60
Pca33
Abóbora
50.1±6.6 31.1±4.4 1.6±0.2
61
Pca34
Abóbora
50.5±5.2 31.4±3.6 1.6±0.1
62
Pca35
Abóbora
47.6±4.6 30.0±3.0 1.6±0.2
63
Pcbe15
Berinjela
52.9±5.1 33.0±3.8 1.6±0.1
64
Pcc1
Cacau
44.1±5.5 34.3±5.6 1.3±0.3
65
Pcc12
Cacau
57.5±8.2 32.6±5.1 1.8±0.2
66
Pcc13
Cacau
34.8±4.5 19.3±2.5 1.8±0.3
67
Pcc13
Cacau
32.8±5.0 18.5±2.8 1.8±0.3
68
Pcj3
Jiló
56.5±5.6 29.2±3.7 2.0±0.3
69
Pcm14
Mandioca
59.0±7.6 30.7±4.5 1.9±0.2
70
Pcs1
Seringueira
41.7±5.7 24.7±2.9 1.7±0.2
71
Pcs1
Seringueira
50.4±7.8 23.8±3.52 2.1±0.4
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1.
Anexo 1.2. Médias (valores originais) do comprimento (µm), largura (µm) e relação C:L de
isolados de Phytophthora*.
Isolado C Isolado L Isolado C:L
Pca 12
108,4 a
Pcp 33
51,4 a
Pca 12
2,6 a
Pct 31
107,5 a
Pca 12
50,6 ab
Pcp 64
2,6 a
Pct 33
105,9 a
Pct 33
50,4 ab
Pcp 59
2,4 ab
Pcp 33
92,3 b
Pct 31
50,0 ab
Pct 33
2,4 bc
Pcp 30
79,9 c
Pct 7
46,2 bc
Pcp 3
2,2 cd
Pcp 68
70,9 d
Pct 2
44,6 cd
Pct 31
2,2 cd
Pcp 99
67,9 de
Pcp 30
42,4 de
Pcp 29
2,2 cd
Pct 23
65,9 ef
Pct 1
40,3 ef
Pcp 41
2,2 de
Pcp 31
65,5 fg
Pcp 68
39,7 fg
Pcs 1
2,1 ef
Pcp 64
64,7 gh
Pcp 101
38,4 gh
Pct 23
2,1 fg
Pcp 76
63,1 hi
Pcp 97
38,3 gh
Pcp 42
2,1 gh
Pct 7
62,2 ij
Pcp 76
36,8 hi
Pcp 34
2,1 gh
Pcp 42
60,4 jk
Pcbe 3
36,5 ij
Pcp 99
2,1 gh
Pcp 46
59,5 kl
Pcp 17
35,8 jk
Pcp 47
2,1 hi
Pcm 14
59,1 lm
Pct 19
35,5 kl
Pca 34
2,0 ij
Pcp 101
59,0 mn
Pca 24
36,0 lm
Pcp 31
2,0 ij
Pcp 98
58,7 no
Pcbe 8
35,0 lm
Pcp 68
2,0 ij
Pcp 35
58,6 no
Pcc 1
34,3 mn
Pcj 3
2,0 jk
Pcp 75
57,4 op
Pca 21
34,3 mn
Pcp 25
2,0 jk
Pcp 59
57,2 pq
Pcp 98
34,3 mn
Pcp 69
2,0 jk
Pcp 83
57,0 qr
Pca 7
34,2 mn
Pcm 14
2,0 jk
Pcj 3
56,5 rs
Pcp 31
34,1 mn
Pcp 87
2,0 jk
Pct 1
56,3 rs
Pct 28
33,8 mn
Pcc 13a
1,9 jk
Pca 24
56,1 rs
Pcp 35
33,6 no
Pcp 98
1,9 jk
Pca 14
55,7 rs
Pcp 46
33,6 no
Pcp 68
1,9 jk
Pca 07
55,2 st
Pcp 88
33,5 op
Pct 17
1,9 jk
Pct 2
55,0 st
Pcp 43
33,1 op
Pcp 35
1,9 jk
Pcp 87
54,1 tu
Pcbe 15
32,9 op
Pct 10
1,9 jk
Pct 17
53,7 uv
Pcc 12
32,6 op
Pcp 10
1,9 kl
Pcp 88
53,0 vw
Pcp 83
32,4 op
pcp 46
1,9 kl
143
Pcbe 15
53,0 vw
Pcp 60
31,9 pq
Pcp 30
1,9 kl
Pcp 97
56,6 wx
Pct 23
31,8 pq
Pcp 83
1,9 kl
Pcp 82
52,2 wx
Pca 31
31,6 pq
Pcp 20
1,9 kl
Pcbe 3
52,0 xy
Pcp 99
31,5 qr
Pcp 33
1,9 kl
Pct 10
51,1 yz
Pca 34
31,4 qr
Pca 1
1,9 kl
pct 28
51,0 yz
Pca 33
31,1 qr
Pca 15
1,9 kl
Pca 31
51,0 za
Pcbe 23
31,0 qr
Pcc 12
1,9 lm
Pca 34
51,0 ab
Pcm 14
30,8 rs
Pcp 82
1,9 lm
Pcs 1
50,4 ab
Pcp 20
30,5 st
Pca 34
1,9 lm
Pcp 43
50,1 cb
Pcp 87
30,3 st
Pcp 8
1,8 lm
Pca 33
50,1 cd
Pca 32
30,2 tu
Pcp 76
1,8 lm
Pcp 70
50,0 cd
Pca 35
30,1 tu
Pca 33
1,8 mn
Pca 15
50,0 de
Pcp 16
30,0 tu
Pcp 7
1,8 mn
Pcp 16
48,2 ef
Pcp 70
30,0 tu
Pca 34
1,8 mn
Pcbe 8
48,0 ef
Pca 15
29,5 uv
Pcs 1a
1,8 mn
Pca 32
47,7 ef
Pcj 3
29,2 vw
Pcp 70
1,8 mn
Pca 35
47,6 ef
Pca 14
29,0 wx
Pcc 13
1,8 mn
Pca 21
47,5 ef
Pcp 82
28,9 xy
Pcp 38
1,8 no
Pct 19
47,4 ef
Pct 17
28,7 xy
Pcbe 15
1,8 no
Pca 1
47,1 ef
Pca 4
28,4 xy
Pcp 16
1,8 no
Pcp 60
46,2 ef
Pcp 42
28,4 xy
Pca 35
1,7 op
Pcp 69
46,1 ef
Pca 3
27,6 xy
Pcp 62
1,7 op
Pcp 20
45,6 fg
Pct 10
27,6 xy
Pca 31
1,7 pq
Pcp 10
45,0 fg
Pcp 20
27,5 xy
Pca 4
1,7 pq
Pca 3
44,7 fg
Pca 1
27,4 ya
Pcp 67
1,7 pq
Pcp 68
44,1 gh
Pcp 59
25,9 ab
Pca 32
1,7 pq
Pcp 17
44,0 gh
Pcp 64
25,4 bc
Pcp 66
1,7 pq
Pcp 20
44,0 gh
Pcp 10
24,8 cd
Pct 7
1,7 pq
Pcc 1
44,0 gh
Pcs 1a
24,7 cd
Pcp 101
1,7 qr
Pcp 3
43,4 hi
Pcj 1
24,1 de
Pcp 88
1,6 rs
Pca 4
43,3 hi
Pcp 69
23,7 de
Pca 24
1,6 rs
Pcp 34
43,1 hi
Pcs 1
23,7 de
Pct 1
1,6 st
Pcp 25
42,6 ij
Pcp 67
23,3 de
Pcp 75
1,6 st
Pcp 29
42,4 jk
Pcp 68
22,9 de
Pcp 43
1,6 st
Pcs 1a
41,7 jk
Pcp 75
22,8 de
Pcp 63
1,5 tu
Pcbe 23
38,9 kl
Pcp 25
22,1 de
Pct 28
1,5 tu
Pcp 67
37,3 kl
Pcp 63
22,1 de
Pcp 60
1,4 uv
Pcp 75
36,7 kl
Pcp 34
21,8 de
Pcp 20
1,4 uv
Pcp 38
36,0 kl
Pcp 62
21,3 de
Pcp 65
1,3 uv
Pcp 62
35,8 kl
Pcp 38
21,0 de
Pcbe 3
1,3 uv
Pcc 13a
34,9 lm
Pcp 66
21,0 de
Pca 21
1,3 uv
Pcp 66
34,8 lm
Pcp 65
20,7 de
Pcbe 8
1,2 uv
Pcp 8
33,7 mn
Pcp 3
20,0 ef
Pcj 1
1,2 uv
Pcp 63
33,0 mn
Pcp 8
20,0 ef
Pcc 1
1,2 uv
Pcj 1
33,0 mn
Pcp 29
19,5 ef
Pcp 97
1,2 uv
Pcc 13
32,8 mn
Pcc 13a
19,3 fg
Pct 19
1,1 uv
Pcp 47
28,9 mn
Pcc 13
18,4 fg
Pct 2
1,1 uv
Pcp 65
28,9 mn
Pcp 47
14,3 fg
Pcbe 23
1,0 v
Pcp 41
28,0 n
Pcp 41
13,3 g
Pcp 47
1,0 v
CV
15,52
23,89
30,45
*Médias seguidas de mesma letra ao teste Tukey a 5% de probabilidade não diferem entre si.
144
Anexo 1.3. Profundidade da papila de alguns isolados de Phytophthora.
Isolados * Profundidade da
Papila (µm)**
Pct 28 6,2 a
Pca 12 5,2 ab
Pcbe 3 4,8 bc
Pcp 108 4,5 cd
Pcbe 2 4,0 cd
Pca 24 3,4 cd
Pcp 104 3,0 cd
Pct 33 3,0 cd
Pct 31 2,8 cd
Pca 11 2,6 cd
Pcp 106 2,6 cd
Pcbe 19 2,4 cd
Phyt Nicot 2,4 cd
Pcbe 8 2,4 cd
Pcbe 23 2,3 cd
Pcp 17 2,2 cd
Pcj 1 2,0 cd
Pct 2 2,0 cd
Pcp 72 1,8 d
CV
18,2
*Informações sobre local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se
descritos na Tabela 1.1. **Médias seguidas de mesma letra ao teste Tukey a 5% de probabilidade não diferem
entre si.
145
Anexo 1.4. Médias do comprimento do pedicelo dos esporângios de Phytophthora.
Ordem Isolados Comprimento do Pedicelo** (µm)
1 Pcp 86 79,3 a
2 Pcp 87 75,6 ab
3 Pca 32 74,5 bc
4 Pca 31 70,6 cd
5 Pcp 64 69,3 de
6 Pct 10 67,5 ef
7 Pct 28 67,3 ef
8 Pcm 14 65,1 fg
9 Pcp 42 63,3 fg
10 Pct 23 62,0 gh
11 Pca 34 61,0 gh
12 Pcp 101 60,8 gh
13 Pcc 12 60,3 hi
14 Pca 14 60,2 hi
15 Pca 33 60,1 hi
16 Pcp 35 57,4 ij
17 Pcp 30 57,1 ij
18 Pcp 46 56,0 ij
19 Pcp 88 56,0 ij
20 Pca 15 55,6 ij
21 Pct 19 55,2 ij
22 Pcp 82 54,8 ij
23 Pca 4 54,0 jk
24 Pcp 20 54,0 jk
25 Pca 3 53,8 jk
26 Pca 1 52,4 jk
27 Pcp 69 51,0 jk
28 Pca 21 50,2 kl
29 Pcp 7 50,1 kl
30 Pcp 68 47,1 kl
31 Pcc 13 46,5 kl
32 Pct 17 44,4 kl
33 Pcp 29 44,3 kl
34 Pcbe 15 43,6 kl
35 Pcp 34 41,7 kl
36 Pcp 38 41,6 kl
37 Pcs 1 40,6 kl
38 Pcp 43 39,9 kl
39 Pcj 3 39,1 kl
40 Pcp 67 35,4 kl
41 Pcp 75 35,3 kl
42 Pcp 3 35,3 kl
43 Pcp 41 32,0 kl
CV 25,2
*Local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se descritos na Tabela
1.1.**Médias seguidas de mesma letra ao teste Tukey a 5% de probabilidade não diferem entre si.
Anexo 1.5. Comparação das médias dos diâmetros dos oósporos de isolados de tomate
pimentão e abóbora.
Isolados Diâmetro do oósporo** (µm)
Pct 22 30,7 a
Pca 25 29,4 ab
Pct 1 27,9 bc
Pca 23 27,6 bc
Pca 24 26,7 cd
Pcp 99 25,17 d
Pcp 97 21,2 e
CV 18,2
*Local de coleta, município e estado de origem e data de coleta dos isolados encontram-se descritos na Tabela
1.1.**Médias seguidas de mesma letra ao teste Tukey a 5% de probabilidade não diferem entre si.
146
CAPÍTULO 2
EXPRESSÃO E PROSPECÇÃO DA RESISTÊNCIA EM
CUCURBITACEAE E SOLANACEAE
147
RESUMO DO CAPÍTULO 2
Expressão e prospecção da resistência em Cucurbitaceae e Solanaceae.
A resistência genética às doenças de plantas é uma das estratégias mais importantes para
redução do uso de agrotóxicos nos cultivos agrícolas. Existem muitos estudos ligados ao
patossitema P. capsici-pimentão, contudo no Brasil existem poucos estudos de P. capsici
ligados a tomate e abóboras. Os objetivos deste capítulo foram: identificar a resistência de
genótipos de Lycopersicon spp., Cucurbita spp. e Cucumis melo, determinar o efeito do
estádio fenológico na expressão da resistência e identificar novas hospedeiras a Phytophthora
capsici. Um grupo de 152 genótipos de Lycopersicon spp., 376 genótipos de Cucurbita spp. e
74 genótipos de Cucumis melo foram inoculados com dois isolados dos grupos de
compatibilidade A1 e A2. Devido à dificuldade de se avaliar todos os genótipos ao mesmo
tempo, a avaliação de cada espécie foi feita em lotes. Estes genótipos foram inoculados com 3
ml de uma suspensão na concentração de 5.10
4
de zoósporos no colo das plântulas. Foi
avaliada a incidência da doença em três períodos de leitura. Em outros experimentos foram
analisadas as reações de 41 cultivares comerciais de abóboras, abobrinha, melancia, melão,
tomate e pimentão inoculadas com P. capsici aos 10, 20, 30 e 40 dias de idade. Por fim, foi
analisada a suscetibilidade de 19 acessos de cucurbitáceas e solanáceas nativas quanto a um
isolado de P. capsici. Observou-se a reação diferencial dos genótipos de Lycopersicon e
Cucurbita aos isolados pertencentes aos dois grupos de compatibilidade de P. capsici. A
resistência associada à Lycopersicon, foi separada por espécie, sendo a susceptibilidade
encontrada com maior freqüência nos acessos de L. peruvianum e a resistência nos acessos de
L. esculentum. Não foram detectados níveis adequados de resistência nos acessos de
Cucurbita, necessitando selecionar novos genótipos e re-avaliação da resistência.
Possivelmente, a expressão da resistência a P. capsici em genótipos de abóboras é mais
influenciada pelo ambiente. Dentre às espécies de cucurbitáceas avaliadas (C. moschata, C.
maxima, C. pepo e Cucumis melo) os acessos de C. melo mereceram destaque pela maior
freqüência de genótipos resistentes. Entre as três espécies de Cucurbita avaliadas, a espécie
148
C. moschata apresentou maior número de genótipos resistentes (R). O período mais crítico
para infecção de P. capsici em genótipos de pimentão, tomate, abóbora, melancia e melão foi
de 10 a 15 dias após o plantio. Aos 10 dias após o plantio (dap) os genótipos comerciais de
cucurbitáceas e solanáceas tiveram em sua maioria classificação no grupo de reação
Suscetível-S (69%), aos 20 dap a resistência se distribuiu entre as classes R (40%) e S (44%),
e, por fim a partir dos 20 dias, 56% dos genótipos foram classificados como R à P. capsici. As
novas hospedeiras classificadas como suscetíveis à inoculação artificial de P. capsici foram
Sicana odorifera (Croá), Nicandra physaloides (fisalis), Capsicum praetermissum (pimenta
cumari), Cyphomandra betacea (tomate de árvore), Solanum paniculatum (jurubeba bahiana)
e Solanum americanum (Maria pretinha). Neste trabalho observou-se maior variabilidade de
expressão dos graus de resistência em genótipos e Lycopersicon do que em Cucurbita;
observou-se também o efeito diferencial na expressão da resistência em cucurbitáceas e
identificou-se novos hospedeiros a P. capsici.
Palavras chave: Capsicum annuum, Lycoperiscon spp., Cucurbita moschata, C. maxima, Cucumis melo, C.
pepo, hospdeiros, resistência, suscetibilidade, idade, período de incubação, seleção, reação.
149
ABSTRACT
Prospection and expression of resistance on Cucurbitaceae and Solanaceae.
The genetically resistance of plant disease is an element more important to reduce the use
agrotoxical on country produce. The objective of chapter was to identify the resistance of
genotypes of Lycopersicon spp., Cucurbita spp. and Cucumis melo against Phytophthora
capsici and also identify new hosts and determine the effect to plant age on the expression of
resistance to Phytophthora capsici. In this study, 152 genotypes of Lycopersicon, 376
genotypes of Cucurbita and 74 genotypes of C. melo were inoculated with 2 P. capsici
isolates from compatibility groups A1 and A2. Inoculation was by deposition of a 3 mL
zoospore suspension of 5.10
4
zoospores/mL next to the plantlet crown. Disease incidence was
evaluated at three points in time. In other experiments, the reaction of 41 commercial cultivars
of Cucurbita, Citrullus lanatus, C. melo, Lycopersicon and Capsicum annuum inoculated 10,
20, 30 and 40 days after planting was examined. Finally, the susceptibility of 19 accesses of
native Cucurbitaceae and Solanaceae were studied. Reaction of Lycopersicon to P. capsici
was differentiated by host species: L. peruvianum genotypes were mostly susceptible, while L.
esculentum genotypes were more frequently resistant. Significant levels of resistance were not
detected among Cucurbita accesses, and apparently, the expression of resistance against P.
capsici in Cucurbita varies with the environment. Among all Cucurbitaceae studied, the
genus Cucumis had most genotypes resistant to P. capsici. Among the three Cucurbita species
evaluated, C. moschata had the higher number of resistant genotypes. Most critical period for
P. capsici infection of all hosts studied was 10-15 days after planting (dap). When inoculated
10 dap, commercial cucurbitaceous and solanaceous genotypes were usually (69%) classified
as susceptible (S); at 20 dap genotypes were more evenly distributed as resistant (R, 40%) and
S (44%); finally, after 30 dap, 56% of the genotypes were classified as R. New hosts of P.
capsici identified in this study, following artificial inoculation are Sicana odorifera, Nicandra
150
physaloides, Capsicum praetermissum, Cyphomandra betacea, Solanum paniculatum and
Solanum americanum.
Keys words: Capsicum annuum, Lycoperiscon spp., Cucurbita moschata, C. maxima, Cucumis melo, C. pepo,
hospedeiros, resistência, suscetibilidade, idade, período de incubação, seleção, reação.
151
2.1 INTRODUÇÃO
No cultivo do pimentão, tomate e abóbora tem ocorrido perdas severas de produção
devido epidemias causadas por Phytophthora capsici Leonian. Este oomiceto é um patógeno
de solo com ampla gama de hospedeiros que incluem espécies cultivadas, nativas, plantas de
hábito de crescimento herbáceo ou arbóreo em várias famílias botânicas. Dentre os inúmeros
hospedeiros as solanáceas e cucurbitáceas, são as famílias de maior importância econômica,
sendo também as mais afetadas por P. capsici. (Erwin & Ribeiro, 1996 e Matsuoka & Vanetti,
2001). Erwin & Ribeiro (1996) relataram 48 espécies de hospedeiras pertencentes à diferentes
família botânicas, representadas por abacate, alfafa, algodão, abóbora, baunilha, berinjela,
cacau, cebola, cenoura, citrus, datura, ervilha, espinafre, feijão fava, figo, fumo, girassol,
linho, melão, maçã, macadâmia, melancia, quiabo, pêra, pepino, pimentão, pimenta do reino,
tomate. A distribuição geográfica destas ocorrências abrangem países como a Argentina,
Brasil, Bolívia, República de Camarões, Coréia, China, Espanha, EUA, França, Indonésia, Irã,
Itália, Japão, Porto Rico, Sérvia, Taiwan, Tailândia, União Soviética e Venezuela.
No Brasil a murcha-de-fitóftora em pimentão já foi relatada em SP, MG, GO, SC, e
DF (Azevedo & Silva, 1986; Brune et al., 1990). A excessiva umidade, drenagem inadequada
do solo e alta temperatura favorecem o início e a disseminação da doença (Tompkins &
Tucker, 1941). O patógeno sobrevive no solo e em restos culturais, como micélio e
esporângios, até 120 dias e como oósporos até um ano (Ansani, 1981). A identificação de
fontes de resistência e a incorporação desta resistência em programas de melhoramento é a
medida de controle mais eficiente para esta doença.
Kimble & Grogan (1960) relataram pela primeira vez um material resistente a P.
capsici em pimentão. Mais tarde Pochard & Chambonnet (1971), Guerrero-Moreno &
Laborde (1980) e Matsuoka (1984) reportaram outras fontes de resistência. Alguns destes
materiais tiveram a resistência quebrada (Reifschneider et al., 1986). Café Filho & Duniway
(1995) mostraram que em condições muito favoráveis ao patógeno obtidos por excesso de
152
irrigação, genótipos com resistência incompleta comportam-se como suscetíveis. Alao &
Alegbejo (1999), indicaram que a resistência durável de genótipos a P. capsici pode ser
quebrada por um longo período de exposição da planta ao patógeno. Ao final da avaliação,
todas as linhas de pimentão locais foram suscetíveis ao patógeno com exceção do genótipo U-
Kimba, que apresentou de 0-8,3% de porcentagem de mortalidade.
Os trabalhos de identificação de fontes de resistência em Capsicum encontram-se
registrados por Ortega et al. (2003), que indicaram o genótipo “Criollo de Morellos” como
sendo uma boa fonte de resistência a P. capsici (linhagem SCN-334) importante para
introgressão de genes em programas de melhoramento de pimentão. Ribeiro et al. (2003)
registraram que entre 363 genótipos de Capsicum, nove de C. annuum e um de C. parviflorum
foram classificados como resistentes. Na China, Jianhua et al. (1998) estudaram a resistência
de 1075 acessos de Capsicum annuum sendo identificados 77 genótipos altamente resistentes
(5%) merecendo destaque os acessos Chaotian, Sweet pepper, Niujiao, Yangjiao, Xian, Jian e
Shizi; e ainda foram observadas diferenças significativas de resistência entre acessos de
Niujiao originários de diferentes regiões geográficas.
Das principais cultivares de pimentão e tomate comercializadas no Brasil, é muito
comum encontrar cultivares resistentes a mais de uma doença (Phytophthora, Verticillium,
Fusarium, Stemphyllium e viroses). Já para abóboras, o lançamento de cultivares com
resistência a doença não é um alvo tão explorado pelos programas de melhoramento genético,
com exceção das cultivares com resistência a oídio e viroses.
Os grupos de pesquisa para resistência de Capsicum a P. capsici no Brasil distribuem-
se no Estado de São Paulo, Minas Gerais e Brasília. Em Brasília, a Embrapa Hortaliças vem a
20 anos desenvolvendo linhas de Capsicum com resistência múltiplas a doenças, liberando
linhagens resistentes para o Brasil e outros países (Ribeiro et al., 2003). Em contraste, linhas
de pesquisas de Lycopersicon e Cucurbita com resistência a P. capsici no Brasil são
incipientes.
153
Ansani & Matsuoka (1983), Polach & Webster (1972), Ortega & Español (1983)
Reifschneider et al. (1986), Pochard & Chambonnet (1971), Matsuoka (1984), Pochard et al.,
(1976) evidenciaram tipo de isolado, concentração de zoósporos e método de inoculação
como um dos principais fatores que afetam a expressão da resistência a P. capsici em
pimentão. A importância e o relacionamento desses fatores foram pouco estudados para
outros patossistemas de P. capsici envolvendo Lycopersicon spp., Cucurbita spp. e outros.
Diversos trabalhos demonstram que a resistência juvenil é rara em pimentão, que
apresenta aumento de suscetibilidade em idades muito jovens, mesmo para materiais
parcialmente resistentes (Matsuoka 1984). Para pimentão as plantas são resistentes quando
apresentam seis folhas, ou oito folhas (Café Filho & Duniway, 1995b) aos 40 dias após o
plantio (Pochard et al., 1976) e 31 dias após o plantio (Reifschneider et al., 1986; Matsuoka,
1984). Ribeiro et al. (2003) relataram que a resistência a P. capsici em Capsicum não é
espécie hospedeira-específica, e sim genótipo-específica. O efeito da idade e/ou resistência
juvenil não foi relatada (Paz Lima et al., 2004) para cultivares de cucurbitáceas e solanáceas.
Roberts et al. (2003) avaliaram a resistência de cinco cultivares de tomate a P. capsici, onde a
suscetibilidade foi reduzida durante o período de avaliação de 6 a 12 semanas.
Os hospedeiros mais suscetíveis a P. capsici encontram-se principalmente em lavouras
de pimentão, cucurbitáceas e com menor importância, cultivos de tomate. E nessas a
suscetibilidade é maior nos primeiros estádios de desenvolvimento. A podridão dos frutos,
está intimamente relacionada ao contato da superfície do fruto ao solo e quanto quanto mais
tenra for a polpa do fruto (ou raiz e caule), maior é a tendência de suscetibilidade. Frutos de
pimentão, abobrinha de moita apresentam-se como mais suscetíveis se compararmos com
abóbora menina seca e chuchu devido à maior maciez da polpa.
Dentre as doenças ocasionadas por Phytophthora em tomate estão classicamente
atribuídos a espécie P. infestans que é o agente causal da requeima. Algumas podridões de
frutos que são ocasionadas por duas espécies, P. capsici e P. parasitica, já a podridão do colo
154
de plântulas está atribuída a P. capsici. Satour & Butler (1967) ao avaliarem a reação de 13
genótipos de espécies diferentes de tomate não identificou nenhuma resistência a P. capsici. O
genótipo mais resistente foi o “Agriset” onde menos que 10 % das plantas foram infectadas
por P. capsici as seis semanas de idade.
No Brasil, estudos de resistência a P. capsici em espécies comerciais de cucurbitáceas
são escassos (Henz & Lima, 1998). Entre os trabalhos existentes encontram-se o de Henz &
Lima (1994) que estudaram os fatores que afetam a reação de resistência/suscetibilidade de
Cucurbita spp.; os trabalhos de Lima & Henz (1994) que realizaram avaliações da
patogenicidade de isolados sob genótipos de Cucurbita; Lopes et al. (1999) que
desenvolveram uma metodologia de avaliação da resistência de germoplasma de abóboras e
morangas; Henz & Lima (1998) estudaram a resistência à podridão-das-raízes em plântulas de
63 cultivares de cucurbitáceas (abóbora, moranga, abobrinha, mogango, pepino, melão e
melancia) e concluíram que a maior parte dos genótipos são suscetíveis, destacando cultivares
de pepino como resistentes; Henz et al. (1994) que verificaram a resistência da polpa de frutos
em genótipos de abóbora; Brune & Lopes (1994) estudaram a resistência exclusiva de
genótipos de C. maxima; Azevedo & Silva (1986) estudaram a resistência a um isolado de
abóbora em frutos de sete espécies de olerícolas e, Poltronieri (1986) estudou a
patogenicidade em espécies de Cucurbita. Informações a respeito da diversidade genética
para resistência à murcha-de-fitóftora em germoplasma de abóboras e morangas (Cucurbita
maxima e C. moschata) são ainda muito limitadas.
O objetivo deste trabalho foi avaliar a resistência de genótipos de Cucurbita spp.,
Lycopersicon spp. e Cucumis melo, identificar novas hospedeiras e descrever a resistência a
dois isolados de P. capsici provenientes de pimentão em hospedeiras comerciais sob
diferentes idades de plantio.
155
2.2 MATERIAL E MÉTODOS
2.2.0 Produção de inóculo e inoculação
Indução a liberação de zoósporos: adicionou-se 10 ml de água em placas de Petri
contendo culturas de P. capsici cultivadas a luz contínua, por seis dias para indução da
formação de esporângios. Em seguida, placas foram colocadas em geladeira sob temperatura
de 6 ºC por duas horas. Após isso, deixaram-se as placas sob temperatura ambiente por 30’.
Os zoósporos foram filtrados com uma gase, resultando assim numa suspensão.
Quantificação e inoculação dos zoósporos: apanhou-se uma pequena fração da
suspensão, aqueceu-se para impedir a motilidade, sendo em seguida quantificados com o
auxílio do hematocitômetro. Diluiu-se a suspensão para concentração de 5.10
4
zoósporos.ml
-1
e inoculou-se as plantas, adicionando-se em cada uma, 3 ml de suspensão no colo
(Reifschneider et al., 1986). Trinta minutos antes da inoculação as plantas foram regadas.
Unidade experimental: Dada a grande quantidade de genótipos a serem testados de
Lycopersicon spp, Cucurbita spp. e Cucumis melo (itens 2.2.1, 2.2.2, 2.2.3. e 2.2.5), e a
pequena e variável quantidade de sementes/genótipo disponíveis para execução os
experimentos, estes foram executados utilizando apenas uma unidade experimental,
representada por cinco plantas cultivadas em um mesmo vaso contendo 3 L de solo
esterilizado. Desta forma, na ausência de repetições necessárias para análise paramétrica para
distinção dos genótipos, os dados foram analisados por análise multivariada, utilizando como
variáveis os valores de incidência das inúmeras datas de avaliação realizadas nos lotes.
2.2.1. Reação de genótipos de Lycopersicon spp. à Phytophthora capsici
Estes genótipos foram avaliados em telados, da Estação Experimental de Biologia, da
Universidade de Brasília em dois ensaios realizados separadamente (lote 1 e lote 2). Um vaso
contendo cinco plantas foi inoculado via de rega (descrição feita logo acima) com o isolado
pertencente ao grupo de compatibilidade A1 (Pcp 65) e o outro com o isolado A2 (Pcp 25). O
156
experimento foi conduzido num delineamento inteiramente casualizado, constituído de 152
genótipos, dois tipos de isolados, totalizando 304 tratamentos e/ou 304 unidades
experimentais. Os genótipos são representados pelas seguintes espécies: L. esculentum (65),
L. peruvianum (65), L. pimpinellifolium (6), L. chilense (1), L. hirsutum (14) e L. pennelli (1).
Algumas plantas pertencentes a outras famílias botânicas foram incluídas nas avaliações,
incluindo o controle representado por Capsicum annuum.
A variável medida foi à incidência da doença (número de plantas mortas/total [5]) a
partir do sexto dia, com intervalos de um dia, durante um período de três avaliações. Logo
após, os genótipos foram separados em três grupos de reação (resistentes-R, intermediários-I e
suscetíveis-S) pela análise de agrupamento, pela a medida de similaridade UPGMA,
utilizando o procedimento “Fastclass” do SAS for windows.
2.2.2 Reação de genótipos de Cucurbita spp. a P. capsici
Num delineamento inteiramente casualizado, contendo uma unidade experimental
constituída de cinco plantas/vaso, em condições controladas de casa de vegetação, foram
analisadas as reações de 371-376 genótipos (264 (A1) e 269 (A2) C. maxima, 93 C. moschata,
oito C. pepo e seis genótipos de espécie não determinada), sendo divididos em quatro lotes de
avaliação. No primeiro lote de avaliação foram analisados 95 genótipos de Cucurbita (37 C.
maxima, 50 C. moschata e 06 de identificação não determinada) aos 5º, 7º e 12º. dai, sendo
inoculados com ambos os grupos de compatibilidade, e separados os genótipos em três grupos
de reação (resistente-R, intermediário-I e suscetível-S). No segundo lote foram analisados 66
genótipos de Cucurbita (62 C. maxima e 04 C. moschata) ao 10º, 14º e 19º. dai, sendo
inoculados com apenas o isolado A1, e separados os genótipos em dois grupos de reação (R e
S). No terceiro lote, alguns genótipos inoculados com o grupo de compatibilidade A1
morreram, deste modo foram analisados 52 genótipos de Cucurbita (50 C. maxima e 02 C.
moschata) inoculados com grupo de compatibilidade A1 e 65 genótipos (63 C. maxima e 02
C. moschata) inoculados com o grupo de compatibilidade A2, ao 2º, 4º e 6º dai, e separados
157
os genótipos em três grupos de reação (R e S). No quarto lote de avaliação foram analisados
150 genótipos de Cucurbita (105 C. maxima, 37 C. moschata e 08 C. pepo) ao 2º, 4º, 6º, 8º,
10º, 12º e 19º dai, sendo inoculados com um isolados (A1), e estes genótipos foram separados
em três grupos de reação (R, I e S). O métodos de separação dos genótipos em todos os lotes
de avaliação foi utilizando a medida de similaridade UPGMA, através do procedimento “Fast
class” do SAS for windows.
2.2.3. Reação de genótipos de melão (Cucumis melo) a P. capsici
As reações de 74 genótipos foram avaliadas em condições controladas de casa de
vegetação, num delineamento inteiramente casualisado, contendo uma repetição. Os
genótipos foram inoculados (isolado Pcp 65, GC A1) aos 15 dias após o plantio (dap). O
processo de inoculação e indução da liberação de zoósporos, quantificação e concentração de
inóculo, encontra-se descritos logo acima. A incidência da doença foi avaliada ao 3º, 5 º, 7 º,
12 º, 17 º e 21º dias após a inoculação (dai) totalizando seis avaliações. Os genótipos foram
separados em três grupos de reação (R, I e S) pela análise de agrupamento utilizando a medida
de similaridade UPGMA, pelo procedimento “Fastclass” do SAS for windows.
2.2.4 Efeito da idade de plantas em cultivares comerciais de cucurbitáceas e solanáceas
na resistência a P. capsici.
Foram avaliadas as reações de 41 cultivares comerciais de abóbora (Cucurbita sp. –
16), abobrinha (C. pepo – 6), melancia (Citrullus lanatus – 01), melão (Cucumis melo - 07),
tomate (Lycopersicon esculentum- 10) e pimentão (Capsicum annuum - 01) em telado
protegido da Estação Experimental de Biologia. O experimento foi conduzido em
delineamento inteiramente casualisado, apresentando 41 cultivares comerciais, quatro idades
de plantio, com cinco repetições (cinco plantas por vasos), sendo constituído de 164
tratamentos, totalizando 820 unidades experimentais. Foram realizadas inoculações em
cultivares comerciais aos 10, 20, 30 e 40 dias após a semeadura. Foram realizadas três
avaliações da incidência da doença, com intervalos de sete dias. Os dados de incidência foram
transformados por √(x+10). Realizou-se teste ANOVA e após rejeitar-se a hipótese de
158
nulidade, fez-se o teste de comparação de médias. E através da análise multivariada,
utilizando o procedimento “Fast class” separou-se as cultivares por grupo de reação em três
classes (resistentes-R, intermediários-I e suscetíveis-S), por idade após o plantio.
2.2.5. Círculo de hospedeiros pertencentes às famílias Cucurbitaceae e Solanaceae.
Foi avaliado em casa de vegetação da Embrapa Hortaliças a reação de 19 acessos
pertencentes às famílias Solanaceae e Cucurbitaceae (descrições Tabela), inoculados com um
isolado de P. capsici (Pcp 65-A1). Foram inoculados sete genótipos de melão, um de
melancia, três de lobeira, um de pimenta, um de tomate de árvore, um de croá, um de abóbora,
um de maria pretinha, dois de pepino e um de fisalis. Avaliou-se separadamente jurubeba
bahiana (Solanum paniculatum) sendo incluso para a avaliação. Os procedimentos de preparo
do inóculo e inoculação encontram-se citados inicialmente. O experimento foi conduzido num
delineamento inteiramente casualizado, contendo 19 tratamentos e uma repetição
(representada por cinco plantas por vaso), inoculados via de rega (três mL.planta
-1
) com o
isolado Pcp 65 (A1). Foi avaliado a incidência da doença (número de plantas mortas/total [5])
ao primeiro, quinto, oitavo, 12º e 27º dai. Os genótipos foram separados em três grupos de
reação (resistentes-R, intermediários-I e suscetíveis-S), através da análise de agrupamento
utilizando a medida de similaridade UPGMA, pelo procedimento “Fastclass” do SAS for
windows.
159
2.3. RESULTADOS
2.3.1. Reação de genótipos de Lycopersicon spp. à Phytophthora capsici.
A maioria dos genótipos de Lycopersicon spp. foram distribuídos em dois grandes
grupos de reação quando inoculados com os isolados A1 e A2 (Tabela 2.1).
Tabela 2.1. Suscetibilidade do primeiro lote de avaliação de genótipos de Lycopersicon spp
ao grupo de compatibilidade A1 e A2.
Grupo de compatibilidade A1 Grupo de compatibilidade A2
Or Genótipos
2
dai
4
dai
6
dai
Grau
de R
Grupos de
Reação
2
dai
4
dai
6
dai
Grau
de R
Grupos de
Reação
1 CNPH 17 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
2 CNPH 19 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
3 CNPH 201 0 60 100
2
Intermediária 20 60 100
2
Intermediária
4 CNPH 313 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
5 CNPH 374 40 100 100
3
Suscetível 40 100 100
3
Suscetível
6 CNPH 382 0 0 0
1
Resistente 0 40 0
1
Resistente
7 CNPH 390 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
8 CNPH 402 0 0 0
1
Resistente 0 20 0
1
Resistente
9 CNPH 409 100 100 100
3
Suscetível 66 100 100
3
Suscetível
10 CNPH 410 25 75 100
2
Intermediária 50 100 100
3
Suscetível
11 CNPH 416 0 0 40
1
Resistente 0 40 40
2
Intermediária
12 CNPH 418 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
13 CNPH 419 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
14 CNPH 420 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
15 CNPH 421 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
16 CNPH 423 0 20 40
1
Resistente 0 0 40
1
Resistente
17 CNPH 499 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
18 CNPH 504 0 0 20
1
Resistente 0 20 20
1
Resistente
19 CNPH 602 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
20 CNPH 610 0 40 60
2
Intermediária 0 0 60
2
Intermediária
21 CNPH 624 0 100 100
2
Intermediária 33 66 100
3
Suscetível
22 CNPH 638 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
23 CNPH 643 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
24 CNPH 649 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
25 CNPH 783 0 100 100
2
Intermediária 0 20 100
2
Intermediária
26 CNPH 784 0 100 100
2
Intermediária 0 80 100
2
Intermediária
27 CNPH 786 0 100 100
2
Intermediária 0 40 100
2
Intermediária
28 CNPH 789 0 60 100
2
Intermediária 0 60 100
2
Intermediária
29 CNPH 797 100 100 100
3
Suscetível 0 100 100
3
Suscetível
30 CNPH 798 0 40 80
2
Intermediária 0 20 80
2
Intermediária
31 CNPH 899 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
32 CNPH 900 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
33 CNPH 929 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
34 CNPH 931 0 80 80
2
Intermediária 0 80 80
2
Intermediária
35 CNPH 933 0 40 100
2
Intermediária 20 25 100
2
Intermediária
36 CNPH 935 0 20 60
2
Intermediária 0 0 60
2
Intermediária
160
37 CNPH 936 0 60 80
2
Intermediária 0 60 80
2
Intermediária
38 CNPH 937 20 60 80
2
Intermediária 40 80 80
3
Suscetível
39 CNPH 939 0 80 80
2
Intermediária 0 80 80
2
Intermediária
40 CNPH 940 0 100 100
2
Intermediária 0 25 100
2
Intermediária
41 CNPH 941 0 20 80
2
Intermediária 0 60 80
2
Intermediária
42 CNPH 981 40 60 60
2
Intermediária 0 20 60
2
Intermediária
43 CNPH 1040 0 20 20
1
Resistente 0 40 20
1
Resistente
44 CNPH 1121 0 0 0
1
Resistente 0 20 0
1
Resistente
45 CNPH 1124 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
46 CNPH 1143 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
47 CNPH 1194 0 60 60
2
Intermediária 0 60 60
2
Intermediária
48 CNPH 1277 0 60 60
2
Intermediária 0 25 60
2
Intermediária
49 CNPH 1394 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
50 Brh 1,2 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
51 Bhrs 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
52 Ciba 0 50 50
2
Intermediária 0 20 50
2
Intermediária
53 Drica 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
54 Floradade 0 0 0
1
Resistente 66 100 100
3
Suscetível
55 H7996 0 0 0
1
Resistente 0 20 20
1
Resistente
56 Ipa 5 0 0 0
1
Resistente 0 0 20
1
Resistente
57 Melancia 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
58 Ohio 0 0 0
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
59 Phylippio 0 25 25
1
Resistente 0 33 33
1
Resistente
60
Physalis
0 25 25
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
61 Pimenta 33 75 100
2
Intermediária 0 0 40
1
Resistente
62
Pimentão
679 60 100 100
3
Suscetível 0 80 100
2
Intermediária
63 Ponderosa 0 0 20
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
64 Rutgers 0 20 20
1
Resistente 0 0 0
1
Resistente
65 Santa Clara 0 0 20
1
Resistente 0 20 20
1
Resistente
66 Yoshimatsu 0 0 0
1
Resistente 0 0 40
1
Resistente
67 CNPH 534 20 20 20
1
Resistente 0 0 20
1
Resistente
Dai – dias após a inoculação; Grau de R – grau de reação.
Neste lote observou-se que para 100 % de incidência, aos quatro dias de incubação, os
genótipos que tiveram os menores períodos de incubação (2 dai) foram CNPH 409, CNPH
797, seguidos por CNPH 374 (4 dai) (Tabela 2.1).
Observou-se uma reação diferencial genótipos-isolados, onde 82,9 % dos genótipos
tiveram a mesma classificação no grupo de reação, com os isolados dos dois grupos de
compatibilidade. Esta pequena variação pode ser devida a uma série de fatores como a
condição ambiental prevalente durante a execução de cada teste ou até mesmo esta variação
161
de virulência seja devido um caráter genótipo-isolado, que seria a hipótese inicial do trabalho
(Tabela 2.1).
Neste primeiro lote avaliado observou-se que a maioria dos genótipos de Lycopersicon
spp. foram classificados como resistentes aos dois isolados (A1 [41/67] e A2 [40/67]) de P.
capsici (Tabelas 2.1 e 2.2).
Tabela 2.2. Distribuição dos genótipos de Lycopersicon nos grupos de reação inoculados com
isolados de grupo de compatibilidade A1 e A2 no lote 1.
GC Resistentes (R) Intermediários (I) Suscetíveis (S)
A1
CNPH 17, CNPH 19, CNPH 313,
CNPH 382, CNPH 390, CNPH 402,
CNPH 416, CNPH 418, CNPH 419,
CNPH 420, 421, 423, 499, 504, 602,
638, 643, 649, 899, 900, 929, 1040,
1121, 1124, 1143, 1394, BRH 123,
Bhrs 2,3, Drica, Floradade, H7996, Ipa
5, Melancia, Ohio, Phylippino,
Physalis, Ponderosa, Rutgers, Santa
Clara, Yoshimatsu, 534.
201, 410, 610, 624, 783,
784, 786, 789, 798, 931,
933, 935, 936, 937, 939,
940, 941, 981, 1194,
1277, Ciba, Pimenta.
374, 409, 797,
Pimenta 679.
61% 33% 6%
A2
17, 19, 313, 382, 390, 402, 418, 419,
420, 421, 423, 499, 504, 602, 638, 643,
649, 899, 900, 929, 1040, 1121, 1124,
1143, 1394, Brh123, Bhrs 2,3, Drica,
H7996, Ipa 5, melancia, Ohio,
Phylippino, Physalis, Pimenta,
Ponderosa, Rutgers, Santa Clara,
Yoshimatsu, 534
201, 416, 610, 783, 784,
786, 789, 798, 931, 933,
935, 936, 939, 940, 941,
981, 1194, 1277, Ciba,
Pimenta 679,
374, 409, 410,
624, 797, 937,
Floradade,
60 % 30% 10%
GC – grupo de compatibilidade; números dos genótipos correspondem da códigos da coleção de germoplasma da
Embrapa Hortaliças (CNPH).
As porcentagens de genótipos classificados como resistentes, intermediários e
suscetíveis a P. capsici quando inoculados com isolado A1 foram de 61 %, 33 % e 6%,
respectivamente. Quando inoculados com o isolado A2 foram de 60%, 30 % e 10%. Desta
forma as porcentagens de ocorrências se mantiveram similares, porém não iguais, resultando
em um coeficiente de correlação entre as reações dos grupos de compatibilidade no valor de r
= 0,829 (Tabela 2.2.).
Uma evidência da diversidade de comportamento dos materiais para cada GC é dada
pelo genótipo “Floradade” que quando inoculado com A1 foi classificado como R, contudo
162
quando inoculado como A2 foi classificado como S. Já “CNPH 416” que foi classificado
como R quando inoculado com A1 foi classificado como I quando inoculado com isolado A2.
Os genótipos “CNPH 410”, “CNPH 624” e “CNPH 937” foram classificados como I quando
inoculados com A1, contudo quando inoculados com isolado A2 foram classificados como S.
E por fim, o “Pimentão 679” foi classificado como S quando inoculado com o isolado A1 e
quando inoculado com o isolado A2 foi classificado como I (Tabela 2.2.). A repetição do
experimento com alguns genótipos que apresentaram reação diferencial é necessária para
confirmação da reação ligada ao tipo de isolado.
163
GC Espécies Resistentes Intermediários Suscetíveis T
L. esculentum 17, 19, 313, 390, 499, 504, 638,
643, 649, 899, 900, 1143, 1394,
BRH 123, Bhrs, Drica, Floredade,
H7996, Ipa 5, Ohio, Phylippino,
Ponderosa, Ruthgers, Santa Clara,
Yoshimatsu,
624, 1194,
27
L. peruvianum 402, 602, 201, 610, 783, 784,
786, 798, 931, 933,
935, 936, 937, 939,
940, 941, 981, 1277,
374, 797,
20
L.
pimppinnellifoliu
m
382, 418, 419, 1040, 1124, 789,
6
L. chilense 410,
1
L. hirsuton 416, 420, 421, 423, 929, 1121,
6
L. pennelli 409
1
S. melongena Cica,
1
Citrullus lanatus Melancia,
1
Physalis
physalodes
Physalis,
1
Capsicum
chinense
Pimenta. Pimenta 679
2
Total
40 22 4
66
L. esculentum 17, 19, 313, 390, 499, 504, 638,
643, 649, 899, 900, 1143, 1394,
brh123, bhrs, drica, h7996, ipa 5,
ohio, Phylippino, Ponderosa,
Ruthgers, Santa Clara,
Yoshimatsu,
624, Floredade,
27
L. peruvianum 402, 602, 201, 610, 783, 784,
786, 798, 931, 933,
935, 936, 939, 940,
941, 981, 1194,
1277,
374, 797, 937,
20
L.
pimppinnellifoliu
m
382, 418, 419, 1040, 1124, 789,
6
L. chilense 410,
1
L. hirsuton 420, 421, 423, 929, 1121, 416,
6
L. pennelli 409,
1
S. melongena Cica,
1
Citrullus lanatus Melancia,
1
Physalis
physalodes
Physalis,
1
Capsicum
chinense
Pimenta, Pimenta 679,
2
Total
39 20 7
66
A1
A2
Tabela 2.3. Distribuição das espécies de Lycopersicon e outras plantas incorporadas no
estudo, nos grupos de reação quando inoculados com o grupo de compatibilidade A1 e A2 no
lote 1*.
*Números citados na tabela acima correspondem a números de ordem da coleção do CNPH; GC = grupo de
compatibilidade; T= totais.
164
Neste primeiro lote foi testado, o maior número de representantes de Lycopersicon
pertencem às espécies L. esculentum (20) e L. peruvianum (27) (Tabela 2.3.). Quando
inoculados com os isolados A1 e A2, o maior número de genótipos resistentes encontram-se
dentro da espécie L. esculentum (Tabela 2.3.).
165
Tabela 2.4. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Lycopersicon inoculados com isolados pertencentes ao grupo de compatibilidade A1 e A2
pertencentes no segundo lote.
Grupo de Compatibilidade A1 Grupo de Compatibilidade A2
Or Genótipos
2
dai
4
dai
6
dai
Grau
de R
Grupos de
Reação
2
dai
4
dai
6
dai
Grau
de R
Grupos de
Reação
1
Pim. Casca
dura Ikeda 100 100 100
1
Suscetível 100 100 100
1
Suscetível
2 Viradouro 0 20 20
2
Resistente 40 60 60
2
Intermediário
3 Floradade 20 40 40
2
Resistente 0 60 60
2
Intermediário
4 Yoshimatsu 0 0 20
2
Resistente 20 20 20
3
Resistente
5 CNPH 4 50 75 75
3
Intermediário 50 100 100
1
Suscetível
6 CNPH 6 0 20 20
2
Resistente 0 20 20
3
Resistente
7 CNPH 7 20 20 20
2
Resistente 20 40 40
3
Resistente
8 CNPH 23 20 20 20
2
Resistente 0 60 60
2
Intermediário
9 CNPH 24 0 50 50
2
Resistente 0 0 80
3
Resistente
10 CNPH 30 0 0 0
2
Resistente 0 25 50
3
Resistente
11 CNPH 37 20 20 20
2
Resistente 40 60 60
2
Intermediário
12 CNPH 40 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
13 CNPH 45 20 20 40
2
Resistente 20 40 40
3
Resistente
14 CNPH 57 0 20 20
2
Resistente 40 40 60
2
Intermediário
15 CNPH 67 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
16 CNPH 93 0 20 20
2
Resistente 0 50 50
2
Intermediário
17 CNPH 095 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
18 CNPH 101 0 100 100
3
Intermediário 0 80 100
2
Intermediário
19 CNPH 102 0 0 0
2
Resistente 0 20 20
3
Resistente
20 CNPH 113 20 20 20
2
Resistente 0 20 20
3
Resistente
21 CNPH 117 0 0 0
2
Resistente 20 20 20
3
Resistente
22 CNPH 151 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
23 CNPH 156 0 0 0
2
Resistente 0 20 20
3
Resistente
24 CNPH 181 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
25 CNPH 182 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
26 CNPH 184 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
27 CNPH 202 0 0 20
2
Resistente 60 80 100
1
Suscetível
28 CNPH 268 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
29 CNPH 315 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
30 CNPH 387 20 20 20
2
Resistente 0 20 40
3
Resistente
31 CNPH 398 0 0 0
2
Resistente 0 20 20
3
Resistente
32 CNPH 399 0 40 40
2
Resistente 0 20 20
3
Resistente
33 CNPH 402 100 100 100
1
Suscetível 40 100 100
2
Intermediário
34 CNPH 404 40 60 60
3
Intermediário 60 60 80
2
Intermediário
35 CNPH 417 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
36 CNPH 420 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
37 CNPH 424 0 0 0
2
Resistente 20 20 20
3
Resistente
38 CNPH 487 0 20 20
2
Resistente 20 20 20
3
Resistente
39 CNPH 488 0 0 0
2
Resistente 20 60 60
2
Intermediário
40 CNPH 513 33 33 67
2
Resistente 100 100 100
1
Suscetível
41 CNPH 515 50 100 100
3
Intermediário 100 100 100
1
Suscetível
166
42 CNPH 605 40 80 80
3
Intermediário 100 100 100
1
Suscetível
43 CNPH 610 40 40 40
2
Resistente 60 100 100
1
Suscetível
44 CNPH 780 80 100 100
1
Suscetível 40 100 100
2
Intermediário
45 CNPH 781 60 100 100
1
Suscetível 100 100 100
1
Suscetível
46 CNPH 782 20 80 100
3
Intermediário 100 100 100
1
Suscetível
47 CNPH 783 60 60 100
1
Suscetível 80 100 100
1
Suscetível
48 CNPH 785 100 100 100
1
Suscetível 60 100 100
1
Suscetível
49 CNPH 786 40 40 50
2
Resistente 100 100 100
1
Suscetível
50 CNPH 787 40 60 80
3
Intermediário 80 100 100
1
Suscetível
51 CNPH 796 0 0 0
2
Resistente 20 20 20
3
Resistente
52 CNPH 800 50 50 100
3
Intermediário 100 100 100
1
Suscetível
53 CNPH 864 20 20 20
2
Resistente 80 80 100
1
Suscetível
54 CNPH 928 0 0 0
2
Resistente 0 20 20
3
Resistente
55 CNPH 932 60 80 100
1
Suscetível 100 100 100
1
Suscetível
56 CNPH 934 60 80 80
1
Suscetível 60 100 100
1
Suscetível
57 CNPH 842 75 75 75
1
Suscetível 60 100 100
1
Suscetível
58 CNPH 946 80 80 100
1
Suscetível 60 80 100
1
Suscetível
59 CNPH 947 80 80 100
1
Suscetível 75 100 100
1
Suscetível
60 CNPH 948 100 100 100
1
Suscetível 100 100 100
1
Suscetível
61 CNPH 979 0 100 100
3
Intermediário 33 67 100
2
Intermediário
62 CNPH 980 50 75 100
3
Intermediário 50 100 100
1
Suscetível
63 CNPH 1033 100 100 100
1
Suscetível 50 50 100
2
Intermediário
64 CNPH 1034 100 100 100
1
Suscetível 100 100 100
1
Suscetível
65 CNPH 1035 80 100 100
1
Suscetível 75 75 100
1
Suscetível
66 CNPH 1036 100 100 100
1
Suscetível 100 100 100
1
Suscetível
67 CNPH 1112 0 0 20
2
Resistente 40 40 40
3
Resistente
68 CNPH 1122 33 33 33
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
69 CNPH 1123 33 33 33
2
Resistente 40 40 40
3
Resistente
70 CNPH 1434 100 100 100
1
Suscetível 80 100 100
1
Suscetível
71 CNPH 1436 40 100 100
3
Intermediário 100 100 100
1
Suscetível
72 CNPH 1438 100 100 100
1
Suscetível 67 100 100
1
Suscetível
73 CNPH 1440 0 100 100
3
Intermediário 50 50 100
2
Intermediário
74 CNPH 1445 20 20 40
2
Resistente 40 80 100
2
Intermediário
75 CNPH 1447 0 0 100
2
Resistente 75 100 100
1
Suscetível
76 CNPH 1452 67 100 100
1
Suscetível 20 100 100
2
Intermediário
77 CNPH 1459 0 0 0
2
Resistente 0 0 0
3
Resistente
78 CNPH 1461 100 100 100
1
Suscetível 75 100 100
1
Suscetível
79 CNPH 1462 67 67 67
1
Suscetível 80 80 100
1
Suscetível
80 CNPH 1464 80 80 100
1
Suscetível 60 100 100
1
Suscetível
81 CNPH 1465 80 80 100
1
Suscetível 80 80 100
1
Suscetível
82 CNPH 1466 100 100 100
1
Suscetível 100 100 100
1
Suscetível
83 CNPH 1467 80 100 100
1
Suscetível 50 100 100
1
Suscetível
84 CNPH 1470 40 40 40
2
Resistente 100 100 100
1
Suscetível
85 CNPH 1471 40 100 100
3
Intermediário 100 100 100
1
Suscetível
Dai – dias após a inoculação; CNPH Centro Nacional de Pesquisa de Hortaliças.
167
Os genótipos pimentão Casca Dura Ikeda (controle), e os de Lycopersicon - CNPH
948, CNPH 1034 e CNPH 1036, foram os mais suscetíveis no lote testado, pois tiveram
incidência de 100 %, quando inoculados pelos dois isolados testados, no primeiro dia de
avaliação (dois dai) (Tabela 2.4.).
Ao compararmos a classe de reação dos genótipos perante os isolados testados notou-
se que 21,7 % dos isolados tiveram a mesma classificação no grupo de reação, obviamente a
variação foi de 78,3 %. Esta grande variação pode ser devido ao ambiente ou mesmo a
variação de virulência (Tabela 2.4.). Neste segundo lote composto de outros genótipos
(diferentes do lote 1) de Lycopersicon a variação foi muito superior ao primeiro,
provavelmente os componentes do triângulo da doença atuaram mais efetivamente na
expressão da resistência.
Neste segundo lote de avaliação, observou-se que os genótipos de Lycopersicon
ficaram distribuídos em duas classes que foram os genótipos resistentes (A1 [47/85] e A2
[33/85]) e suscetíveis (A1 [25/85] e A2 [36/85]) quando inoculados com os grupos de
compatibilidade A1 e A2 de P. capsici (Tabela 2.4.).
168
Tabela 2.5. Distribuição dos genótipos nos grupos de reação inoculados com isolados de
grupo de compatibilidade A1 e A2 de P. capsici no segundo lote de avaliação.
GC
Resistentes Intermediários Suscetíveis
A1
Viradouro, Floradade, Yoshimatsu,
006, 007, 023, 024, 030, 037, 040,
045, 057, 067, 093, 095, 102, 113,
117, 151, 156, 181, 182, 184, 202,
268, 315, 387, 398, 399, 417, 420,
424, 487, 488, 513, 610, 786, 796,
864, 928, 1112, 1122, 1123, 1445,
1447, 1459, 1470.
004, 101, 404, 515,
605, 782, 787, 800,
979, 980, 1436, 1440,
1471.
Pim Ikeda, 402, 780,
781, 783, 785, 932,
934, 942, 946, 947,
948, 1033, 1034, 1035,
1036, 1434,1438,
1452, 1461, 1462,
1464, 1465, 1466,
1467.
55% 15% 30%
A2
Yoshimatsu, 006, 007, 024, 030, 040,
045, 067, 095, 102, 113, 117, 151,
156, 181, 182, 184, 268, 315, 387,
398, 399, 417, 420, 424, 487, 796,
928, 1112, 1122, 1123, 1459,
Viradouro,
Floradade, 023, 037,
057, 093, 101, 402,
404, 488, 780, 979,
1033, 1440, 1445,
1452,
Pim. Ikeda, 004, 202,
513, 515, 605, 610,
781, 782, 783, 785,
786, 787, 800, 864,
932, 934, 942, 946,
947, 948, 980, 1034,
1035, 1036, 1434,
1436, 1438, 1447,
1461, 1462, 1464,
1465, 1466, 1467,
1470, 1471,
39% 19% 42%
GC – grupo de compatibilidade; números dos genótipos correspondem aos códigos da coleção de germoplasma
da Embrapa Hortaliças (CNPH).
As porcentagens de ocorrência de genótipos classificados como resistentes,
intermediários e suscetíveis a P. capsici quando inoculados com isolado A1 foram de 55 %,
15 % e 30 %, respectivamente, quando inoculados com o isolado A2 foram de 39 %, 19 % e
42 %, respectivamente. Desta forma as porcentagens de ocorrências mais freqüentes se
distribuíram entre os genótipos resistentes e suscetíveis quando inoculados com ambos os
isolados, demonstrando uma alta diversidade de reação dos genótipos aos isolados. O baixo
coeficiente de correlação “r” não explica a diversidade de reação, sendo conseqüência da
diversidade (r = 0,217) (Tabela 2.5.). Quando observamos uma freqüência maior de genótipos
resistentes quando inoculamos com o isolado A1 e maior freqüência de genótipos suscetíveis
169
quando inoculados com isolado A2, indicando uma possível reação diferencial ligada ao
isolado de grupo de compatibilidade contrastante.
Os genótipos que não foram classificados na mesma classe de reação quando
inoculados pelos dois isolados foram os genótipos “Viradouro”, “Floradade”, “CNPH 4”,
“23”, “37”, “57”, “93”, “202”, “402”, “488”, “513”, “515”, “605”, “610”, “780”, “782”,
“786”, “787”, “800”, “864”, “980”, “1033”, “1436”, “1445”, “1447”, “1452”, “1470” e
“1471” (Tabela 2.5.).
170
Tabela 2.6. Distribuição das espécies de Lycopersicon e outras plantas incorporadas no
estudo, nos grupos de reação quando inoculados com o grupo de compatibilidade A1 e A2 no
segundo lote de avaliação*.
GC Espécies Resistentes Intermediários Suscetíveis T
Capsicum
annuum
Pim Ikeda,
1
L. esculentum Viradouro, Floradade,
Yoshimatsu, 006, 007, 023,
024, 030, 037, 040, 045,
057, 067, 093, 113, 117,
151, 156, 181, 182, 184,
202, 268, 315, 387, 398,
399, 487, 488,
004, 404, 979, 980, 946, 947, 948,
36
L. peruvianum 095, 102, 513, 610, 786,
796, 864, 1123, 1445,
1447, 1459, 1470.
101, 515, 782, 787,
800, 1436, 1440,
1471.
402, 780, 781, 783, 785, 932,
934, 942, 1035, 1036, 1434,
1438, 1452, 1461, 1462,
1464, 1465, 1466, 1467.
39
L. hirsutum 417, 420, 424, 928, 1112,
1122,
605, 1034,
8
L. glandulosum 1033, 1
Total
47 13 25
84
Capsicum
annuum
Pim. Ikeda,
1
L. esculentum Yoshimatsu, 006, 007, 024,
030, 040, 045, 067, 113,
117, 151, 156, 181, 182,
184, 268, 315, 387, 398,
399, 487,
Viradouro,
Floradade, 023,
037, 057, 093, 404,
488, 979,
004, 202, 946, 947, 948, 980,
36
L. peruvianum 095, 102, 796, 1123, 1459, 101, 402, 780,
1440, 1445, 1452,
513, 515, 610, 781, 782, 783,
785, 786, 787, 800, 864, 932,
934, 942, 1035, 1036, 1434,
1436, 1438, 1447, 1461,
1462, 1464, 1465, 1466,
1467, 1470, 1471,
39
L. hirsutum 417, 420, 424, 928, 1112,
1122,
605, 1034,
8
L. glandulosum 1033, 1
Total
32 16 37 (85) 84
A1
A2
*Números citados na tabela acima correspondem a números de ordem da coleção do CNPH; GC – grupo de
compatibilidade; T = totais.
Neste segundo lote de avaliação, o maior número de acessos encontram-se distribuídos
em L. esculentum (36) e L. peruvianum (39) (Tabela 2.6.). Quando inoculados com os
isolados A1 o maior número de genótipos encontrados foram classificados como resistentes,
merecendo destaque espécie L. esculentum. Quando inoculamos os isolados pertencentes ao
grupo de compatibilidade A2, o maior número de genótipos classificados como suscetíveis,
pertencem a espécie L. peruvianum (Tabela 2.6.).
171
Observou-se nesta segunda avaliação, que os genótipos apresentaram menores
períodos de incubação, assim a expressão de sintomas foi observada mais antecipadamente na
segunda avaliação de lote do que no primeiro lote, indicando uma maior agressividades dos
isolados nos genótipos avaliados.
A reação diferencial dos isolados no segundo lote de avaliação foi muito superior em
relação ao primeiro lote. Vários fatores relacionados ao patógeno, ambiente e o própria planta
hospedeira, podem explicar esta variação diferencial, não podendo assim se destacar um
motivo pontual e decisivo que explique esta variação.
O número de genótipos no primeiro lote, classificados como resistentes (R) e
suscetíveis (S), inoculados com os isolados A1 e A2, foi de 41 e 40 para R, e 04 e 07 para S.
E o número de genótipos no segundo lote, sob as mesmas condições, foi de 47 e 32 para R e
25 e 27 para S. A maior freqüência de genótipos com respostas R e S foi observada nas
espécies L. esculentum e L. peruvianum, respectivamente.
Pela quantidade de genótipos suscetíveis, e pela reação diferencial o isolado A2 foi
mais agressivo no segundo lote de avaliação, a mesma consideração não pode ser dada para os
genótipos do primeiro lote de avaliação.
172
2.3.2 Reação de genótipos de Cucurbita spp. a Phytophthora capsici.
Tabela 2.7. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Cucurbita maxima e C. moschata inoculados com isolados de P. capsici pertencentes ao
grupo de compatibilidade A1 e A2 pertencentes no primeiro lote.
Grupo de compatibilidade A1 Grupo de compatibilidade A2
Ord Genótipos Espécie
5 dai 7 dai 12 dai
Graus de
Reação
Grupos de
Reação
5 dai 7dai 12 dai
Graus
de
Reação
Grupos de
Reação
1
Bag 88-0400
C. maxima
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
2
Mam 513
C. maxima
0,0 0,0 50,0 3
Intermediário
0,0 100,0 100,0 1
Intermediário
3
Mam 139
C. maxima
0 0 66,6 3
Intermediário
0,0 0,0 60,0 3
Resistente
4
Mam 121
C. maxima
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
0,0 0,0 0,0 3
Resistente
5
Bag 88-0172
C. maxima
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
0,0 0,0 0,0 3
Resistente
6
Mam 041
C. maxima
0,0 25,0 50,0 1
Resistente
0,0 0,0 0 3
Resistente
7
Bag 88-0085
C. maxima
0,0 0,0 0,0 1
Resistente
75,0 100,0 100,0 2
Suscetível
8
Mam 567
C. maxima
0,0 0,0 0,0 1
Resistente
0,0 0,0 50,0 3
Resistente
9
Bag 88-0083
C. maxima
0,0 50,0 50,0 1
Resistente
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
10
Bag 0081 ?
C. maxima
0,0 0,0 0,0 1
Resistente
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
11
Bag 88-0211
C. maxima
0,0 0,0 0,0 1
Resistente
0,0 0,0 100,0 1
Intermediário
12
Bag 88-0179
C. maxima
50,0 50,0 50,0 1
Resistente
0,0 0,0 0,0 3
Resistente
13
Mam 0140
C. maxima
40,0 40,0 60,0 1
Resistente
20,0 60,0 60,0 1
Intermediário
14
Bag 88-0034
C. maxima
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
15
Bag 88-0035
C. maxima
0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
16
Mam 141
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
17
Mam 144
C. maxima
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
18
Bag 88-0084
C. maxima
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
19
Bag 88-0065
C. maxima
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
20
Bag 88-0088
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 100,0 100,0 1
Intermediário
21
Mam 574
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 0,0 50,0 3
Resistente
22
Bag 88-0082
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
23
Mam 88-513
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
24
Bag 88-0177
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
25
Mam 086 Phy
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 0,0 0,0 3
Resistente
26
Bag 88-0623
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
27
Bag 88-0375
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
28
Bag 88-0090
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0 0 100,0 2
Suscetível
29
Bag 88-0099
C. maxima
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
30
Bag 88-0087
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
31
Bag 88-0037
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
32
Bag 88-0643
C. maxima
0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
33
Mam 0670
C. maxima
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
34
Bag 89-0664
C. maxima
50,0 50,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
35
Bag 88-0053
C. maxima
60,0 100,0 100,0 2
Suscetível
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
36
Bag 88-0032
C. maxima
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
37
Bag 88-0089
C. maxima
0 0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
38
Bag 90-746
C. moschata
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
0,0 0,0 100,0 1
Intermediário
39
Bag 88-0008
C. moschata
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
40
Man 167
C. moschata
0,0 0 0 3
Resistente
0,0 0 0 3
Resistente
41
Bag 88-0021
C. moschata
50 50 100 3
Intermediário
50,0 50,0 100,0 1
Intermediário
42
Bag 88-0031
C. moschata
0,0 50,0 100,0 3
Intermediário
0 100,0 100,0 2
Suscetível
43
Bag 89-0660
C. moschata
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
0,0 0,0 0,0 3
Resistente
44
Mam 164
C. moschata
0,0 0 0 3
Intermediário
0,0 50,0 100,0 1
Intermediário
45
Bag 88-0020
C. moschata
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
60,0 60,0 80,0 2
Suscetível
46
Bag 89-0683
C. moschata
0,0 0,0 50,0 3
Intermediário
0,0 0,0 100,0 1
Intermediário
173
47
Bag 97-1871
C. moschata
0,0 0,0 50,0 3
Intermediário
0,0 0 0 3
Resistente
48
Bag 88-0014
C. moschata
0,0 50,0 100,0 3
Intermediário
50,0 50,0 50,0 1
Intermediário
49
Bag 98-2436
C. moschata
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
0,0 50,0 100,0 1
Intermediário
50
Bag 88-0052
C. moschata
0,0 0,0 100,0 3
Intermediário
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
51
Bag 88-0019
C. moschata
0,0 0 0 3
Intermediário
0,0 0 100,0 1
Intermediário
52
Bag 88-0075
C. moschata
0,0 0,0 50,0 3
Intermediário
50,0 50,0 100,0 1
Intermediário
53
Bag 88-0605
C. moschata
0,0 0,0 50,0 3
Intermediário
0,0 0,0 100,0 1
Intermediário
54
Bag 88-0012
C. moschata
0,0 60,0 100 1
Resistente
50,0 50,0 100,0 1
Intermediário
55
Bag 90-0750
C. moschata
0,0 50,0 50,0 1
Resistente
0,0 0,0 100,0 1
Intermediário
56
Bag 88-0017
C. moschata
0,0 0,0 20,0 1
Resistente
0,0 50,0 100,0 1
Intermediário
57
Bag 88-0011
C. moschata
0,0 0,0 0,0 1
Resistente
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
58
Mam 577
C. moschata
0,0 20,0 40,0 1
Resistente
0,0 0,0 50,0 3
Resistente
59
Mam 095
C. moschata
0,0 0,0 0,0 1
Resistente
0,0 50,0 50,0 1
Intermediário
60
Bag 98-2377
C. moschata
0,0 0,0 0,0 1
Resistente
0,0 100,0 100,0 1
Intermediário
61
Bag 88-0627
C. moschata
0,0 25,0 25,0 1
Resistente
0,0 0 100,0 1
Intermediário
62
Mam 576
C. moschata
0,0 0,0 0,0 1
Resistente
0,0 50,0 50,0 1
Intermediário
63
Bag 88-0007
C. moschata
40,0 40,0 40,0 1
Resistente
0,0 40,0 100,0 1
Intermediário
64
Bag 98-2454
C. moschata
50,0 50,0 50,0 1
Resistente
0,0 50,0 50,0 1
Intermediário
65
Mam 0142
C. moschata
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
66
Bag 88-0015
C. moschata
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
67
Bag 88-0013
C. moschata
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
68
Bag 88-0036
C. moschata
0 0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
69
Bag 88-0018
C. moschata
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 0 100,0 1
Intermediário
70
Mam 508
C. moschata
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
71
Bag 90-0747
C. moschata
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
72
Bag 88-0009
C. moschata
0 0 100,0 2
Suscetível
0 0 100,0 2
Suscetível
73
Bag 88-0025
C. moschata
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
20,0 100,0 100,0 1
Intermediário
74
Bag 88-0023
C. moschata
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
50,0 100,0 100,0 2
Suscetível
75
Bag 88-0016
C. moschata
0 0 100,0 2
Suscetível
0,0 0,0 40,0 3
Resistente
76
Mam 740
C. moschata
80,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 0,0 0,0 3
Resistente
77
Bag 88-0022
C. moschata
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 0,0 100,0 1
Intermediário
78
Bag 88-0024
C. moschata
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
79
Bag 98-2460
C. moschata
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 50,0 100,0 1
Intermediário
80
Bag 88-2459
C. moschata
50,0 50,0 100,0 2
Suscetível
0,0 0,0 100,0 1
Intermediário
81
bag 88-0074
C. moschata
50,0 50,0 100,0 2
Suscetível
0,0 100,0 100,0 1
Intermediário
82
Bag 96-1547
C. moschata
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 100,0 100,0 1
Intermediário
83
Bag 89-0659
C. moschata
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
0,0 0,0 100,0 1
Intermediário
84
Bag 88-0127
C. moschata
50,0 50,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
85
Bag 88-0051
C. moschata
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
50,0 50,0 50,0 1
Intermediário
86
Bag 88-0589
C. moschata
50,0 50,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
87
Bag 96-1546
C. moschata
0,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
89
90-91 Phyt
Selecionado N/D 20,0 20,0 20,0 1 Resistente 0,0 0,0 100,0 1 Intermediário
90
047 Phyt
N/D
40,0 40,0 40,0 1
Resistente
20,0 40,0 60,0 1
Intermediário
94
136 Phyt
N/D
40,0 40,0 1
Resistente
0,0 50,0 3
Resistente
88
010 Phyt
N/D
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
80,0 100,0 100,0 2
Suscetível
91
015 Phyt
N/D
60,0 80,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
92
156 Phyt
N/D
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
93
045 Phyt
N/D
80,0 80,0 100,0 2
Suscetível
100,0 100,0 100,0 2
Suscetível
95
92-038 Phyt
N/D
40,0 100,0 100,0 2
Suscetível
80,0 100,0 100,0 2
Suscetível
Resistente 21/95 22,1 % 15/95 15,8 %
Intermediário 52/95 23,2 % 33/95 34,7 %
Suscetível 22/95 54,7 % 47/95 49,5 %
C. moschata Resistente 11/50 22% C. moschata Resistente 6/50 12%
Intermediário 16/50 32% Intermediário 27/50 54%
Suscetível 23/50 46% Suscetível 17/50 34%
C. maxima Resistente 8/37 21.60% C. maxima Resistente 8/37 21.60%
174
Intermediário 5/37 13.50% Intermediário 4/37 10.80%
Suscetível 24/37 64.90% Suscetível 25/37 67.60%
Dai – dias após a inoculação; Bag Banco ativo de germoplasma; Mam melhoramento de abóbora e moranga; Ord
– ordem.
Neste primeiro lote de avaliação 22 % e 15,6 % dos genótipos foram classificados
como resistentes quando inoculados com o isolado de P. capsici pertencente ao grupo de
compatibilidade A1 e A2, respectivamente. Observou-se que a grande maioria dos genótipos
foram classificados como suscetíveis (54,7% A1 e 49,5% A2) a P. capsici quando inoculados
com isolados pertencentes a ambos os grupos de compatibilidade (Tabela 2.7.).
Houve bastante reação diferencial dos genótipos perante os isolados, não havendo
correlação significativa neste primeiro lote de avaliação entre os graus de reação e os isolados.
Contudo os genótipos que concomitantemente foram classificados como resistentes aos
isolados (A1 e A2) foram Mam 041, Mam 577, Mam 567, Bag 88-179, e 136 Phyt. Através
da incidência da doença, verificou-se entre os genótipos que o isolados pertencentes ao grupo
de compatibilidade A2 foram mais agressivos neste primeiro lote de avaliação de Cucurbita.
A não infecção por nenhum dos isolados nos genótipos, pode ser considerada como
uma reação de imunidade, e esta foi observada para o genótipo Man 167. Houve reação
diferencial observada para alguns genótipos que foram classificados como sensíveis quando
inoculados com o isolado A1, contudo quando inoculados com o isolado A2 não apresentaram
incidência da doença para os genótipos Man 121, Bag 88-0172, Mam 041, Bag 88-0179,
Mam 086. Já a reação diferencial ficou marcada para alguns genótipos que foram
classificados como suscetíveis quando inoculados com o isolado A2, contudo quando
inoculados com o isolado A1 não apresentaram incidência da doença para os genótipos Bag
88-0085, Bag 0081, Bag 88-0211, Man 164, Bag 88-0011, Mam 095, Bag 98-2377, Mam
576.
A porcentagem de ocorrência de genótipos suscetíveis foi sempre maior do que os
genótipos intermediários e resistentes, para as espécies C. moschata (A1-46% e A2-49,5%) e
C. maxima (A1-64,9% e A2-67%) (Tabela 2.7).
175
Tabela 2.8. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Cucurbita maxima e C. moschata inoculados com isolado pertencente ao grupo de
compatibilidade A1 no segundo lote de avaliação.
Ord Genótipos Espécies
10
dai
14
dai
19
dai
Graus de
Reação
Grupos de
Reação
1
Bag 880394 C. maxima 0100 100
2
Resistente
2
Bag 880393 C. maxima 0100 100
2
Resistente
3
Bag 880435 C. maxima 0100 100
2
Resistente
4
Bag 880356 C. maxima 43 100 100
2
Resistente
5
Bag 880356 C. maxima 43 100 100
2
Resistente
6
Bag 890689 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
7
Bag 880195 C. maxima 80 100 100
1
Suscetível
8
Bag 880189 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
9
Bag 890690 C. maxima 86 87 100
1
Suscetível
10
Bag 880395 C. maxima 75 75 100
1
Suscetível
11
Bag 880392 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
12
Bag 880391 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
13
Bag 880390 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
14
Bag 880389 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
15
Bag 880429 C. maxima 75 100 100
1
Suscetível
16
Bag 880424 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
17
Bag 880114 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
18
Bag 880104 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
19
Bag 880106 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
20
Bag 880113 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
21
Bag 880109 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
22
Bag 880115 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
23
Bag 880374 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
24
Bag 880100 C. maxima 86 100 100
1
Suscetível
25
Bag 880111 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
26
Bag 880101 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
27
Bag 880162 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
28
Bag 880161 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
29
Bag 880091 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
30
Bag 880097 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
31
Bag 880098 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
32
Bag 880434 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
33
Bag 880066 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
34
Bag 920829 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
35
Bag 890666 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
36
Bag 880076 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
37
Bag 920849 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
38
Bag 880354 C. maxima 71 100 100
1
Suscetível
39
Bag 880027 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
40
Bag 880355 C. maxima 88 100 100
1
Suscetível
41
Bag 890667 C. maxima 67 100 100
1
Suscetível
176
42
Bag 900756 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
43
Bag 880374 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
44
Bag 880100 C. maxima 86 100 100
1
Suscetível
45
Bag 880111 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
46
Bag 880101 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
47
Bag 880162 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
48
Bag 880161 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
49
Bag 880091 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
50
Bag 880097 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
51
Bag 880098 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
52
Bag 880434 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
53
Bag 880066 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
54
Bag 920829 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
55
Bag 890666 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
56
Bag 880076 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
57
Bag 920849 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
58
Bag 880354 C. maxima
71 100 100
1
Suscetível
59
Bag 880027 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
60
Bag 880355 C. maxima 88 100 100
1
Suscetível
61
Bag 890667 C. maxima 67 100 100
1
Suscetível
62
Bag 900756 C. maxima 100 100 100
1
Suscetível
63
Bag 880107 C. moschata 75 100 100
1
Suscetível
64
Bag 880102 C. moschata 0100 100
2
Resistente
65
Bag 880042 C. moschata 0100 100
2
Resistente
66
Bag 880042 C. moschata 0100 100
2
Resistente
Resistente 7/66 10.60%
Suscetível 59/66 89.40%
C. moschata Resistente 3/4 75%
Suscetível 1/4 25%
C. maxima Resistente 5/62 8%
Suscetível 57/62 92%
Dai – dias após a inoculação; Bag Banco ativo de germoplasma;
Neste segundo lote de avaliação também observou-se uma maior porcentagem de
genótipos classificados como suscetíveis (89,4 %) (Tabela 2.8).
Ao analisar o progresso da incidência da doença, os genótipos classificados como
resistentes foram os que tiveram os menores períodos de incubação. Vale a pena ressaltar que
100 % dos genótipos avaliados, neste lote, foram infectados por P. capsici, não sendo
encontrada reação de imunidade ou elevada resistência (Tabela 2.8).
Dos quatro genótipos de C. moschata avaliados 75% foram classificados como
resistentes. Já para C. maxima 92% dos genótipos foram classificados como suscetíveis,
177
indicando a necessidade de testes mais aprofundados para verificar se C. moschata apresenta
mais genes de resistência que C. maxima (Tabela 2.8).
178
2 dai 4 dai 6 dai
Grau de
Reação
Grupo de
Reação
Genótipos Espécie 2 dai 4 dai 6 dai
Grau de
Reação
Grupo de
Reação
1Ba
g
920856 C. maxima 50 50 100
1
Intermediário
Ba
g
880163 C. maxima 13 63 88
1
Intermediário
2Ba
g
880170 C. maxima 20 60 100
1
Intermediário
Ba
g
880192 C. maxima 038 88
1
Intermediário
3Ba
g
880188 C. maxima 25 63 100
1
Intermediário
Ba
g
880194 C. maxima 057100
1
Intermediário
4Ba
g
95-0888 C. maxima 25 75 100
1
Intermediário
Ba
g
880188 C. maxima 057 75
1
Intermediário
5Ba
g
950901 C. maxima 07588
1
Intermediário
Ba
g
880204 C. maxima 13 88 100
1
Intermediário
6Ba
g
880174 C. maxima 29 86 100
1
Intermediário
Ba
g
880713 C. maxima 067100
1
Intermediário
7Ba
g
880213 C. maxima 25 75 75
1
Intermediário
Ba
g
950901 C. maxima 25 100 100
1
Intermediário
8Ba
g
880246 C. maxima 25 75 100
1
Intermediário
Ba
g
880174 C. maxima 33 63 100
1
Intermediário
9Ba
g
88-0301 C. maxima 33 89 100
1
Intermediário
Ba
g
880213 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
10 Ba
g
88-0302 C. maxima 14 86 86
1
Intermediário
Ba
g
880246 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
11 Ba
g
88-0309 C. maxima 43 86 86
1
Intermediário
Ba
g
88-0300 C. maxima 086100
1
Intermediário
12 Ba
g
880297 C. maxima 20 70 100
1
Intermediário
Ba
g
88-0306 C. maxima 29 100 100
1
Intermediário
13 Ba
g
880421 C. maxima 25 88 100
1
Intermediário
Ba
g
890688 C. maxima 067100
1
Intermediário
14 Ba
g
880397 C. maxima 33 89 100
1
Intermediário
Ba
g
890691 C. maxima 11 44 100
1
Intermediário
15 Ba
g
880398 C. maxima 0 86 100
1
Intermediário
Ba
g
890693 C. maxima 067 89
1
Intermediário
16 Ba
g
880218 C. maxima 25 100 100
1
Intermediário
Ba
g
890692 C. maxima 056 78
1
Intermediário
17 Ba
g
98-2478 C. maxima 11 100 100
1
Intermediário
Ba
g
880401 C. maxima 25 88 88
1
Intermediário
18 Ba
g
880414 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
Ba
g
880397 C. maxima 011100
1
Intermediário
19 Ba
g
880416 C. maxima 0 89 100
1
Intermediário
Ba
g
880398 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
20 Ba
g
880419 C. maxima 0 75 100
1
Intermediário
Ba
g
880399 C. maxima 011100
1
Intermediário
21 Ba
g
880422 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
Ba
g
880217 C. maxima 13 100 100
1
Intermediário
22 Ba
g
880225 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
Ba
g
880218 C. maxima 080100
1
Intermediário
23 Ba
g
880227 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
Ba
g
880416 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
24 Ba
g
880230 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
Ba
g
880431 C. maxima 25 50 100
1
Intermediário
25 Ba
g
88-0468 C. maxima 22 78 100
1
Intermediário
Ba
g
880419 C. maxima 029100
1
Intermediário
26 Ba
g
890895 C. maxima 05067
2
Resistente
Ba
g
880396 C. maxima 067100
1
Intermediário
27 Ba
g
880173 C. maxima 33 33 100
2
Resistente
Ba
g
880422 C. maxima 25 50 100
1
Intermediário
28 Ba
g
880163 C. maxima 25 38 88
2
Resistente
Ba
g
880227 C. maxima 063100
1
Intermediário
29 Ba
g
880192 C. maxima 0 50 100
2
Resistente
Ba
g
880230 C. maxima 17 33 100
1
Intermediário
30 Ba
g
880194 C. maxima 17 33 100
2
Resistente
Ba
g
88-0468 C. maxima 033100
1
Intermediário
31 Ba
g
880204 C. maxima 25 50 100
2
Resistente
Ba
g
98-2521 C. maxima 067100
1
Intermediário
32 Ba
g
880713 C. maxima 0 0 100
2
Resistente
Ba
g
98-2518 C. maxima 060100
1
Intermediário
33 Ba
g
88-0306 C. maxima 04080
2
Resistente
Ba
g
98-2515 C. maxima 11 100 100
1
Intermediário
34 Ba
g
890688 C. maxima 13 50 100
2
Resistente
Ba
g
98-0474 C. maxima 13 75 100
1
Intermediário
35 Ba
g
890691 C. maxima 0 56 100
2
Resistente
Ba
g
88-0473 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
36 Ba
g
890693 C. maxima 0 44 100
2
Resistente
Ba
g
88-0472 C. maxima 056100
1
Intermediário
37 Ba
g
890692 C. maxima 02289
2
Resistente
Ba
g
88-0471 C. maxima 044100
1
Intermediário
38 Ba
g
880401 C. maxima 14 43 100
2
Resistente
Ba
g
88-0470 C. maxima 050 88
1
Intermediário
39 Ba
g
880399 C. maxima 11 44 100
2
Resistente
Ba
g
880220 C. maxima 0 100 100
1
Intermediário
40 Ba
g
880217 C. maxima 25 13 100
2
Resistente
Ba
g
98-2494 C. maxima 071100
1
Intermediário
41 Ba
g
880431 C. maxima 0 50 100
2
Resistente
Ba
g
88-0479 C. maxima 29 86 100
1
Intermediário
42 Ba
g
880396 C. maxima 0 56 100
2
Resistente
Ba
g
88-0476 C. maxima 11 78 100
1
Intermediário
43 Ba
g
880165 C. maxima 75 75 75
3
Suscetível
Ba
g
880173 C. maxima 20 20 20
3
Resistente
44 Ba
g
950906 C. maxima 50 75 88
3
Suscetível
Ba
g
88-0299 C. maxima 13 25 75
3
Resistente
45 Ba
g
880210 C. maxima 50 100 100
3
Suscetível
Ba
g
880421 C. maxima 156 11
3
Resistente
46 Ba
g
880212 C. maxima 57 71 100
3
Suscetível
Ba
g
98-2482 C. maxima 014 43
3
Resistente
47 Ba
g
88-0299 C. maxima 57 75 100
3
Suscetível
Ba
g
890895 C. maxima 38 100 100
2
Suscetível
48 Ba
g
88-0300 C. maxima 50 90 100
3
Suscetível
Ba
g
920856 C. maxima 100 100 100
2
Suscetível
49 Ba
g
88-0307 C. maxima 100 100 100
3
Suscetível
Ba
g
880170 C. maxima 63 75 88
2
Suscetível
50 Ba
g
98-2510 C. maxima 83 100 100
3
Suscetível
Ba
g
880165 C. maxima 75 75 100
2
Suscetível
51 Ba
g
880169 C. moschata 25 63 75
1
Intermediário
Ba
g
95-0888 C. maxima 50 88 100
2
Suscetível
52 Ba
g
880176 C. moschata 33 83 100
1
Intermediário
Ba
g
950906 C. maxima 63 100 100
2
Suscetível
Resistente 15/52 32.70%
53 Ba
g
880210 C. maxima 75 100 100
2
Suscetível
Intermediáro 8/52 15.40%
54 Ba
g
880212 C. maxima 50 100 100
2
Suscetível
Suscetível 27/52 66.20%
55 Ba
g
88-0301 C. maxima 44 89 100
2
Suscetível
C. moschata Intermediário 2/2 100%
56 Ba
g
88-0302 C. maxima 78 89 100
2
Suscetível
C. maxima Resistente 17/50 34%
57 Ba
g
88-0307 C. maxima 88 100 100
2
Suscetível
Intermediário 26/50 52%
58 Ba
g
88-0309 C. maxima 75 88 100
2
Suscetível
Suscetível 7/50 14%
59 Ba
g
880297 C. maxima 38 100 88
2
Suscetível
60 Ba
g
98-2478 C. maxima 43 86 100
2
Suscetível
61 Ba
g
98-2510 C. maxima 100 86 100
2
Suscetível
62 Ba
g
880414 C. maxima 67 100 100
2
Suscetível
63 Ba
g
880225 C. maxima 50 100 100
2
Suscetível
64 Ba
g
880169 C. moschata 29 86 100
1
Intermediário
65 Ba
g
880176 C. moschata 50 75 100
2
Suscetível
Resistente 3/65 4.60%
Intermediário 43/65 66.20%
Suscetível 19/65 29.20%
C. moschata Resistente
Intermediário 1/2 50%
Suscetível 1/2 50%
C. maxima Resistente 4/65 6%
Intermediário 43/65 66%
Suscetível 18/65 28%
Grupo de Compatibilidade A1 Grupo de Compatibilidade A2
Or Genótipos Espécie
Tabela 2.9. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Cucurbita maxima e C. moschata inoculados com isolados pertencentes ao grupo de
compatibilidade A1 e A2 pertencentes no terceiro lote.
Dai – dias após a inoculação;
Bag Banco ativo de germoplasma;
179
Neste primeiro lote de avaliação 32,7 % e 4,6 % dos genótipos foram classificados
como resistentes quando inoculados com o isolado de P. capsici pertencente ao grupo de
compatibilidade A1 e A2, respectivamente. Observou-se que a grande maioria dos genótipos
foram classificados como suscetíveis (66,2%), quando inoculados com o grupo de
compatibilidade A1, havendo resultado diferenciado para os genótipos inoculados com o
isolado pertencente ao grupo de compatibilidade A2, sendo a maioria classificado como sendo
intermediários 66,2%). Vale a pena lembrar que 13 genótipos não foram avaliados quando
inoculados com o grupo de compatibilidade A1, sendo a freqüência calculada com base nas
reações dos genótipos existentes (52 A1 e 65 A2) (Tabela 2.9.).
Todos os genótipos foram infectados pelos isolados obtendo incidências da doença aos
3dai 67-100% (A1) e 20-100% (A2), respectivamente (Tabela 2.9). Não observou-se deste
modo reação de imunidade entre os genótipos.
O genótipo que concomitantemente foi classificado como resistente aos isolados (A1 e
A2) foi Bag 890895. Aparentemente a agressividade dos isolados pertencentes aos grupos de
compatibilidade A1 e A2 não foi diferenciada neste terceiro lote de avaliação (Tabela 2.9).
Houve pequena reação diferencial em alguns genótipos que foram classificados como
suscetíveis quando inoculados com o isolado A1, contudo quando inoculados com o isolado
A2 foram classificados em outro grupo de reação (diferente de S) sendo representados por
Bag 88-0299 e Bag 88-0300. Os genótipos que foram classificados como suscetíveis quando
inoculados pelos dois grupos de compatibilidade foram Bag 880165, Bag 950906, Bag
880210, Bag 880212, Bag 980307, Bag 98-2510 (Tabela 2.9).
Para a espécie C. maxima houve maior porcentagem de ocorrência de genótipos
intermediários (A1-52% e A2-66%) (Tabela 2.9).
180
Tabela 2.10. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
Cucurbita maxima e C. moschata inoculados com isolado pertencente ao grupo de
compatibilidade A1 no quarto lote de avaliação.
Ord Genótipos Espécie 2 dai 4 dai 6 dai 8 dai
10
dai
12
dai
19
dai
28 dai
Graus de
Reação
Grupos de
Reação
1 Bag 910781 C. maxima 0 0 67 67 67 67 67 67 2 Intermediário
2 Bag 88-01 C. maxima 0 0 25 25 50 50 100 100 2 Intermediário
3 Bag 88-01 C. maxima 50 50 50 50 100 100 100 100 2 Intermediário
4 Bag 88-01 C. maxima 0 0 50 50 50 50 50 100 2 Intermediário
5 Bag 95-1055 C. maxima 0 0 40 60 80 100 100 100 2 Intermediário
6 Bag 95-1350 C. maxima 0 0 60 80 100 100 100 100 2 Intermediário
7 Bag 95-1349 C. maxima 0 0 60 60 60 60 60 100 2 Intermediário
8 Bag 951347 C. maxima 0 0 60 80 100 100 100 100 2 Intermediário
9 Bag 88-0289 C. maxima 0 25 50 50 75 75 100 100 2 Intermediário
10 Bag 88-0274 C. maxima 0 0 20 100 100 100 100 100 2 Intermediário
11 Bag 88-0275 C. maxima 0 20 40 60 80 100 100 100 2 Intermediário
12 Bag 88-0278 C. maxima 0 20 60 60 100 100 100 100 2 Intermediário
13 Bag 88-0283 C. maxima 0 0 40 60 60 60 100 100 2 Intermediário
14 Bag 95-1024 C. maxima 0 0 80 80 100 100 100 100 2 Intermediário
15 Bag 951020 C. maxima 0 0 50 75 100 100 100 100 2 Intermediário
16 Bag 951351 C. maxima 0 20 67 67 67 67 100 100 2 Intermediário
17 Bag 95-1354 C. maxima 0 0 60 100 100 100 100 100 2 Intermediário
18 Bag 88-0296 C. maxima 0 0 20 20 60 100 100 100 2 Intermediário
19 Bag 88-0284 C. maxima 0 0 40 40 100 100 100 100 2 Intermediário
20 Bag 88-01 C. maxima 0 0 20 20 40 40 100 100 2 Intermediário
21 Bag 88-01 C. maxima 0 0 60 80 100 100 100 100 2 Intermediário
22 Bag 951099 C. maxima 0 0 40 60 80 100 100 100 2 Intermediário
23 Bag 88-0314 C. maxima 0 0 60 100 100 100 100 100 2 Intermediário
24 Bag 890672 C. maxima 0 20 60 80 100 100 100 100 2 Intermediário
25 Bag 98-2463 C. maxima 0 20 60 80 100 100 100 100 2 Intermediário
26 Bag 890666 C. maxima 0 0 20 20 60 60 80 80 2 Intermediário
27 Bag 920840 C. maxima 0 0 20 60 60 80 80 100 2 Intermediário
28 Bag 920840 C. maxima 0 40 60 60 60 80 100 100 2 Intermediário
29 Bag 910810 C. maxima 0 0 50 100 100 100 100 100 2 Intermediário
30 Bag 920840 C. maxima 0 0 60 100 100 100 100 100 2 Intermediário
31 Bag 89-0680 C. maxima 0 20 40 33 40 60 60 80 2 Intermediário
32 Bag 89-0673 C. maxima 0 0 25 25 100 100 100 100 2 Intermediário
33 Bag 88038 C. maxima 0 0 60 60 80 80 80 100 2 Intermediário
34 Bag 89-0674 C. maxima 0 0 80 80 100 100 100 100 2 Intermediário
35 Bag 89-0672 C. maxima
0 0 20 60 100 100 100 100 2 Intermediário
36 Bag 89-0663 C. maxima 0 20 40 60 100 100 100 100 2 Intermediário
37 Bag 89-0661 C. maxima 0 40 40 60 60 80 80 80 2 Intermediário
38 Bag 88-0493 C. maxima 0 40 60 60 100 100 100 100 2 Intermediário
39 Bag 88-0491 C. maxima 0 20 80 80 80 80 80 100 2 Intermediário
40 Bag 88-0488 C. maxima 0 0 20 60 60 60 60 80 2 Intermediário
41 Bag 88-0487 C. maxima 0 20 40 40 100 100 100 100 2 Intermediário
42 Bag 88-0486 C. maxima 0 40 60 60 100 100 100 100 2 Intermediário
43 Bag 88-0480 C. maxima 0 40 60 60 80 100 100 100 2 Intermediário
44 Bag 88037 C. maxima 0 20 40 80 100 100 100 100 2 Intermediário
45 Bag 88038 C. maxima 0 20 80 80 80 80 100 100 2 Intermediário
46 Bag 88-0001 C. maxima 0 20 33 33 33 100 100 100 2 Intermediário
47 Bag 89066 C. maxima 0 0 40 40 40 40 40 60 3 Resistente
48 Bag 88-0291 C. maxima 0 0 0 0 0 0 0 40 3 Resistente
49 Bag 88-0290 C. maxima 0 0 0 20 40 60 60 60 3 Resistente
50 Bag 88-0010 C. maxima 0 0 20 20 20 60 80 80 3 Resistente
181
51 Bag 920850 C. maxima 0 0 0 25 50 50 50 75 3 Resistente
52 Bag 920830 C. maxima 0 0 0 0 0 0 67 67 3 Resistente
53 Bag 920831 C. maxima 0 0 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
54 Bag 88-01 C. maxima 0 0 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
55 Bag 951348 C. maxima 0 20 80 80 100 100 100 100 1 Suscetível
56 Bag 88-0286 C. maxima 0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
57 Bag 88-0276 C. maxima 0 40 80 80 80 80 80 80 1 Suscetível
58 Bag 88-0282 C. maxima 0 20 80 80 100 100 100 100 1 Suscetível
59 Bag 95-1023 C. maxima 0 0 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
60 Bag 95-1016 C. maxima 0 0 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
61 Bag 951021 C. maxima 0 80 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
62 Bag 88-0293 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
63 Bag 88-0295 C. maxima 0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
64 Bag 88-0292 C. maxima 0 40 75 100 100 100 100 100 1 Suscetível
65 Bag 951099 C. maxima 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
66 Bag 890672 C. maxima 0 40 80 80 100 100 100 100 1 Suscetível
67 Bag 890674 C. maxima 0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
68 Bag 880318 C. maxima 0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
69 Bag 88-0316 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
70 Bag 88-0313 C. maxima 0 20 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
71 Bag 88-0311 C. maxima 0 100 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
72 Bag 890672 C. maxima 0 20 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
73 Bag 890672 C. maxima 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
74 Bag 88-0319 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
75 Bag 88-0320 C. maxima 0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
76 Bag 88-0321 C. maxima 0 60 80 80 80 80 100 100 1 Suscetível
77 Bag 88-0323 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
78 Bag 88-0353 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
79 Bag 98-2456 C. maxima 0 40 80 80 80 100 100 100 1 Suscetível
80 Bag 98-2464 C. maxima 0 0 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
81 Bag 88035 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
82 Bag 910780 C. maxima 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
83 Bag 920830 C. maxima 0 0 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
84 Bag 89-0681 C. maxima
0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
85 Bag 88038 C. maxima 0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
86 Bag 89-676 C. maxima 0 20 86 86 86 90 90 100 1 Suscetível
87 Bag 89-0671 C. maxima 0 20 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
88 Bag 89-0669 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
89 Bag 890662 C. maxima 0 60 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
90 Bag 89-0658 C. maxima 0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
91 Bag 88-0492 C. maxima 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
92 Bag 88-0494 C. maxima 0 40 80 80 100 100 100 100 1 Suscetível
93 Bag 88-0498 C. maxima 0 60 60 80 100 100 100 100 1 Suscetível
94 Bag 88-0500 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
95 Bag 88-0489 C. maxima 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
96 Bag 88-0485 C. maxima 0 40 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
97 Bag 88-0482 C. maxima 0 0 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
98 Bag 920830 C. maxima 0 20 60 100 100 100 100 100 1 Suscetível
99 Bag 88037 C. maxima 0 20 60 100 100 100 100 100 1 Suscetível
100 Bag 88037 C. maxima 0 20 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
101 Bag 88037 C. maxima 0 20 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
102 Bag 88038 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
103 Bag 88035 C. maxima 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
104 Bag 88037 C. maxima 0 40 80 80 80 100 100 100 1 Suscetível
105 Bag 88038 C. maxima 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
106 Bag 88-009 C. moschata 0 0 25 25 25 100 100 100 2 Intermediário
107 Bag 88036 C. moschata 0 0 40 80 80 80 80 100 2 Intermediário
182
108 Bag 88036 C. moschata 0 0 0 20 20 60 100 100 2 Intermediário
109 Bag 88009 C. moschata 0 40 40 40 40 100 100 100 2 Intermediário
110 Bag 88036 C. moschata 0 0 40 40 40 60 60 100 2 Intermediário
111 Bag 88013 C. moschata 0 0 60 100 100 100 100 100 2 Intermediário
112 Bag 951095 C. moschata 0 20 80 80 80 80 100 100 2 Intermediário
113 Bag 951098 C. moschata 0 20 80 80 80 80 100 100 2 Intermediário
114 Bag 90074 C. moschata 0 40 60 60 60 60 100 100 2 Intermediário
115 Bag 88009 C. moschata 0 0 67 67 100 100 100 100 2 Intermediário
116 Bag 88036 C. moschata 0 20 50 63 67 100 100 100 2 Intermediário
117 Bag 88-0010 C. moschata 0 0 20 20 20 20 100 100 3 Resistente
118 Bag 88007 C. moschata 0 0 0 20 20 60 60 100 3 Resistente
119 Bag 880007 C. moschata 0 0 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
120 Bag 88036 C. moschata 0 0 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
121 Bag 88012 C. moschata 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
122 Bag 88013 C. moschata 0 20 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
123 Bag 88016 C. moschata 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
124 Bag 951097 C. moschata 0 20 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
125 Bag 951098 C. moschata 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
126 Bag 951097 C. moschata 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
127 Bag 900774 C. moschata 0 40 75 75 100 100 100 100 1 Suscetível
128 Bag 951091 C. moschata 0 20 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
129 Bag 951091 C. moschata 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
130 Bag 951092 C. moschata 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
131 Bag 951094 C. moschata 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
132 Bag 951096 C. moschata 0 100 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
133 Bag 88006 C. moschata 0 40 60 80 100 100 100 100 1 Suscetível
134 Bag 88012 C. moschata 0 80 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
135 Bag 89072 C. moschata 0 60 80 100 100 100 100 100 1 Suscetível
136 Bag 951097 C. moschata 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
137 Bag 951097 C. moschata 0 100 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
138 Bag 890774 C. moschata 0 100 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
139 Bag 920774 C. moschata 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
140 Bag 88036 C. moschata 0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
141 Bag 88009 C. moschata
0 40 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
142 Bag 88036 C. moschata 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
143 Bag 88-03 C. pepo 0 0 60 80 80 100 100 100 2 Intermediário
144 Bag 88-03 C. pepo 0 0 20 20 60 80 100 100 2 Intermediário
145 Bag 88-03 C. pepo 0 0 0 20 60 60 60 100 2 Intermediário
146 Bag 920841 C. pepo 0 0 40 60 100 100 100 100 2 Intermediário
147 Bag 88-03 C. pepo 0 60 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
148 Bag 88003 C. pepo 0 20 100 100 100 100 100 100 1 Suscetível
149 Bag 910788 C. pepo 0 40 75 88 100 100 100 100 1 Suscetível
150 Bag 88-03 C. pepo 0 40 80 80 80 80 80 100 1 Suscetível
Resistente
8/150 5%
Intermediário
61/150 41%
Suscetível
81/150 54%
C. moschata Resistente 2/37 54%
Intermediário 11/37 30%
Suscetível 24/37 65%
C. maxima Resistente 6/105 6%
Intermediário 46/105 44%
Suscetível 53/105 50%
C. pepo Intermediário 4/8 50%
Suscetível 4/8 50%
Dai – dias após a inoculação; Bag Banco ativo de germoplasma;
183
Neste quarto lote de avaliação, houve uma distribuição do comportamento de
resistência, sendo observada a maior porcentagem de ocorrência de genótipos classificados
como suscetíveis (89,4 %) e intermediários (41%) (Tabela 2.10).
Aos dois dai, todos os genótipos não demonstraram o aparecimento dos primeiros
sintomas da doença, somente após quatro dai que observou-se os sintomas em mais de 50 %
dos genótipos avaliados (96/150). Merece destaque de suscetibilidade os genótipos Bag 88-
0311, Bag 95-1096, Bag 95-1097 e Bag 89-0774, por apresentarem 100% de incidência aos
quatro dai.
Os genótipos classificados como resistentes, tiveram as menores incidências da
doença, contudo a maior parte dos genótipos (independente da espécie) ao fim de oito dias
após a inoculação expressaram sintomas de murcha de fitóftora causada pelo isolado
inoculado artificialmente. A incidência da doença aos oito dai, variou de 0-100%, não
havendo genótipos imunes a P. capsici (Tabela 2.10). No último dia de avaliação (28 dai), a
maioria dos genótipos apresentaram incidência da doença de 100%, com exceção de alguns
genótipos que variaram de 40 % (Bag 88-0291) a 80% (Bag 89-0666, Bag 89-0661, Bag 89-
0680, Bag 88-0488, Bag 88-0010 e Bag 88-0276).
Para os genótipos de C. moschata avaliados houve uma distribuição da reação entre as
classes resistentes (54%) e suscetíveis (65%). Para C. maxima, 44% dos genótipos foram
classificados como intermediários e 50% foram classificados como suscetíveis (Tabela 2.8). E
dos oito genótipos de C. pepo (abobrinha) avaliados, 50 % foi classificado como suscetível e
50 % foi classificado como intermediário (Tabela 2.10).
Análise conjunta da reação de genótipos de cucurbitáceas a P. capsici.
Foi detectado entre os quatro lotes analisados, que existe uma desuniformidade de
reação, observada pela variação da freqüência nos grupos de reação por lote. Há necessidade
de selecionar alguns genótipos suscetíveis e todos os genótipos classificados como resistentes
para validar imunidade e/ou resistência encontrada nos genótipos.
184
A suscetibilidade é a reação mais freqüente dos genótipos de Cucurbita, pois a grande
maioria dos genótipos, ao final das avaliações, sofreram incidências da doença em sua
totalidade muito próximas ao valor de 100%, causando assim morte de todas as plantas
inoculadas. O comportamento das espécies de cucurbitáceas avaliadas, não foi como os
apresentados pelas espécies de Lycopersicon, em que a resistência a P. capsici ficou associada
à espécie hospedeira. Para as espécies de Cucurbita a resistência ficou associada ao genótipo
e não a nenhuma das espécies testadas (C. maxima, C. moschata e C. pepo).
Embora a análise de agrupamento tenha separado os genótipos resistentes e
susceptíveis, nenhuma fonte do tipo imune foi identificada em todos os lotes analisados. A
diferença básica que separa as classes R e S está no período de incubação mais prolongado em
acessos classificados como resistentes, evidenciando a importância deste parâmetro
epidemiológico para avaliação de genótipos.
185
A1 – isolado pertencente ao grupo de compatibilidade A1, A2 – isolado pertencente ao grupo de compatibilidade
A2.
Figura 2.1. Distribuição de freqüência da reação de genótipos de Cucurbitaceae nos
diferentes lotes de avaliação. A. primeiro lote, B. segundo lote, C. terceiro lote e D. quarto
lote.
0
10
20
30
40
50
60
% Genótipos
Resistente Intermediário Suscetível
A1
A2
0.00%
10.00%
20.00%
30.00%
40.00%
50.00%
60.00%
70.00%
80.00%
90.00%
% genótipos
Resistente Suscetível
A1
0.00%
10.00%
20.00%
30.00%
40.00%
50.00%
60.00%
70.00%
% Genótipos
Resistente Intermediáro Suscetível
A1
A2
0.00
10.00
20.00
30.00
40.00
50.00
60.00
Resistente Intermediário Suscetível
A1
A
B
C
D
186
2.3.3. Reação de genótipos de melão (Cucumis melo) a Phytophthora capsici.
Tabela 2.11. Progresso da incidência, classificação dos grupos de reação dos genótipos de
melão (Cucumis melo) inoculados com isolado pertencente ao grupo de compatibilidade A1.
Ord Genótipos 3 dai 5 dai 7 dai 12 dai 17 dai 21 dai
Graus
de
Reação
Grupos de
Reação
1
CNPH 25 0 33 33 33 67 67
2
Intermediário
2
CNPH 14 0 0 33 67 67 67
2
Intermediário
3
CNPH 76 0 33 33 33 67 67
2
Intermediário
4
CNPH 34 0 0 67 100 100 100
2
Intermediário
5
CNPH 2 0 0 0 100 100 100
2
Intermediário
6
CNPH 83 0 0 0 100 100 100
2
Intermediário
7
CNPH 37 0 0 0 50 100 100
2
Intermediário
8
CNPH 32 0 0 0 50 50 50
2
Intermediário
9
CNPH 70 0 50 50 50 50 50
2
Intermediário
10
CNPH 22 0 0 0 50 50 50
2
Intermediário
11
CNPH 66 0 0 0 0 100 100
2
Intermediário
12
CNPH 139 0 0 0 100 100 100
2
Intermediário
13
CNPH 46 0 50 50 100 100 100
2
Intermediário
14
CNPH 66 0 0 0 50 100 100
2
Intermediário
15
CNPH 12 0 50 50 50 50 50
2
Intermediário
16
CNPH 98 0 0 0 7 50 100
2
Intermediário
17
CNPH 147 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
18
CNPH 194 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
19
CNPH 176 0 0 0 0 33 33
1
Resistente
20
CNPH 33 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
21
CNPH 177 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
22
CNPH 3 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
23
CNPH 24 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
24
CNPH 71 0 0 0 0 33 66
1
Resistente
25
CNPH 81 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
26
CNPH 5 0 0 0 33 33 67
1
Resistente
27
CNPH 84 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
28
CNPH 85 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
29
CNPH 102 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
30
CNPH 101 0 33 33 33 33 33
1
Resistente
31
CNPH 131 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
32
CNPH 130 0 0 0 0 67 67
1
Resistente
33
CNPH 67 0 0 0 0 0 100
1
Resistente
34
CNPH 21 0 0 0 0 33 67
1
Resistente
35
CNPH 67 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
36
CNPH 112 0 0 0 0 0 100
1
Resistente
37
CNPH 178 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
38
CNPH 47 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
39
CNPH 18 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
40
CNPH 8 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
41
CNPH 19 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
42
CNPH 10 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
43
CNPH 92 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
44
CNPH 100 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
45
CNPH 88 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
46
CNPH 87 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
47
CNPH 6 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
48
CNPH 75 0 0 0 0 50 50
1
Resistente
187
49
CNPH 82 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
50
CNPH 74 0 0 0 0 50 50
1
Resistente
51
CNPH 36 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
52
CNPH 68 0 0 0 0 50 50
1
Resistente
53
CNPH 172 0 0 0 0 50 50
1
Resistente
54
CNPH 4 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
55
CNPH 42 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
56
CNPH 28 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
57
CNPH 9 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
58
CNPH 16 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
59
CNPH 96 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
60
CNPH 90 0 0 0 0 50 50
1
Resistente
61
CNPH 93 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
62
CNPH 89 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
63
CNPH 94 0 0 0 0 67 67
1
Resistente
64
CNPH 13 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
65
CNPH 20 0 0 0 0 0 33
1
Resistente
66
CNPH 39 0 0 0 0 33 33
1
Resistente
67
CNPH 31 0 0 0 0 0 0
1
Resistente
68
CNPH 62 33 100 100 100 100 100
3
Suscetível
69
CNPH 35 0 100 100 100 100 100
3
Suscetível
70
CNPH 44 100 100 100 100 100 100
3
Suscetível
71
CNPH 7 100 100 100 100 100 100
3
Suscetível
72
CNPH 45 0 100 100 100 100 100
3
Suscetível
73
CNPH 23 0 100 100 100 100 100
3
Suscetível
74
CNPH 17 0 100 100 100 100 100
3
Suscetível
Resistente
51/74 68,9%
Intermediário
16/74 21.6%
Suscetível
7/74 9.5%
Dai – dias após a inoculação; CNPH número de acesso do Centro Nacional de Pesquisa de hortaliças.
O germoplasma de melão avaliado comportou-se diferentemente das espécies de
Cucurbita, com a maior parte dos genótipos 68,9 % classificados como resistentes a P. capsici
(Tabela 2.11).
Ao final de 18 dai a incidência da doença entre os genótipos inoculados foi de 0-
100%, sendo que a minoria dos genótipos apresentou 100% de incidência da doença (Tabela
2.10.). O período de incubação apresentado entre os genótipos foi muito superior aos
apresentados nos quatro lotes de Cucurbita avaliados, assim a espécie Cucumis melo, é mais
resistente a murcha de fitóftora (Tabela 2.11).
Os genótipos classificados como resistentes foram obtidos graças à diferença de
progresso da doença que auxiliou a separação de grupos, onde os menores progressos foram
classificados como resistentes, sendo alguns genótipos na verdade imunes a inoculação
artificial. Os genótipos de melão imunes a P. capsici nesta avaliação foram CNPH 147, 194,
188
33, 177, 3, 24, 81, 84, 85, 102, 131, 67, 178, 47, 18, 8, 19, 10, 92, 100, 88, 87, 6, 82, 36, 4, 42,
28, 9, 16, 96, 93, 89, 13, 31.
2.3.4. Efeito da idade da planta em genótipos comerciais de cucurbitáceas e solanáceas
na resistência a Phytophthora capsici.
Rejeitou-se a hipótese de nulidade (P~0,05), para a variável incidência transformada
por log (x+10) (CV=14,09) para os seguintes fatores: genótipos (F
31,1152
=89,12**), dias de
avaliação (F
2,1152
=148,41**), estádio de crescimento (F
3,1152
=537,62**), e para as interações
dias de avaliação-estádio de crescimento (F
6,1152
=4,99**), genótipos-dias de avaliação
(F
62,1152
=4,69**), genótipos-estádio de crescimento (F
93,1152
=16,49**), genótipos-dias de
avaliação-estádio de crescimento (F
186,1152
=2,42**).
Na terceira avaliação, os genótipos apresentaram os maiores valores de incidência da
doença diferindo estatisticamente da segunda e da primeira avaliação.
Todos os isolados inoculados foram mais agressivos nas plantas quando elas
apresentaram 10 dias de idade, diferindo estatisticamente dos demais dias avaliados.
189
a
b
c
d
1.00
1.10
1.20
1.30
1.40
1.50
1.60
1.70
1.80
Incidência
10dap 20dap 30dap 40dap
Dias após o plantio (dap)
Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si ao teste Tukey (P~
0,05); dap dias após o plantio.
Figura 2.2. Médias da incidência (transformada por log x+10) de P. capsici em todos os
genótipos avaliados nos estádios de crescimento.
Houve diferença significativa entre as médias dos estádios de crescimento avaliados
(Figura 2.2), quanto mais jovens os genótipos de cucurbitáceas e solanáceas avaliados
maiores são os índices de incidência da doença, logo mais suscetíveis a podridão do colo
causada por P. capsici.
190
Tabela 2.12. Médias da incidência transformada de P. capsici da doença avaliada entre
genótipos comerciais de cucurbitáceas e solanáceas.
Ord Genótipos Testados Incidência*
Família
1 Abobrinha Caserta TS 1.90 a Cucurbitaceae
2 Pimentão Cascadura Ikeda 1.89 a Solanaceae
3 Abobrinha Branca da Virgínia 1.88 a Cucurbitaceae
4 Abobrinha Redonda Verde 1.83 a Cucurbitaceae
5 Abóbora Big Max 1.82 a Cucurbitaceae
6 Aboborinha Zucchini redonda 1.82 a Cucurbitaceae
7 Tomate Cereja Samambaia 1.61 b Solanaceae
8 Tomate Santa Clara 1-5300 1.57 b Solanaceae
9 Mogango 1.55 b Cucurbitaceae
10 Tomate Especial para Salada (Estaca) 1.55 b Solanaceae
11 Tomate Gaúcho 1.54 b Solanaceae
12 Tomate Santa Cruz Kada Gigante 1.54 b Solanaceae
13 Abóbora Moranga Exposição 1.50 bc Cucurbitaceae
14 Tomate Santa Cruz Kada (Paulista) 1.50 bc Solanaceae
15 Tomate Italiano para molhos 1.47 cd Solanaceae
16 Tomate Super Marmande (Gaúcho) 1.47 bc Solanaceae
17 Moranga de Mesa (Exposição) 1.46 de Cucurbitaceae
18 Melancia Rajada 1.38 ef Cucurbitaceae
19 Melão Imperial 45 1.37 ef Cucurbitaceae
20 Abóbora Jacarezinho 1.31 fg Cucurbitaceae
21 Abobrinha Menina Brasileira 1.31 fg Cucurbitaceae
22 Abóbora Mini Paulista 1.28 fg Cucurbitaceae
23 Abóbora Híb. Tets. Isla Importada 1.26 jk Cucurbitaceae
24 Abóbora Menina Rajada (seca) 1.26 gh Cucurbitaceae
25 Abóbora Bahiana Tropical 1.21 gh Cucurbitaceae
26 Abóbora Menina Creme 1.17 ij Cucurbitaceae
27 Melão Gaúcho (Caipira) 1.17 ij Cucurbitaceae
28 Melão Caipira 1.11 jk Cucurbitaceae
29 Abóbora Goianinha 1.06 jk Cucurbitaceae
30 Abóbora Menina Rajada (Abóbora Seca) 1.05 jk Cucurbitaceae
31 Melão Eldorado 300 1.00 k Cucurbitaceae
32 Tomate Santa Clara 1.00 k Solanaceae
CV 14.09
*Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si ao Teste Tukey (P~0,05), Transformação de dados √(x+10).
Houve diferença significativa entre as médias dos 32 genótipos comerciais avaliados,
merecendo destaque que os genótipos, que não se diferenciaram estatisticamente entre si mas
que tiveram as maiores incidências da doença, tais como Abobrinha Caserta TS, Pimentão
Cascadura Ikeda, Abobrinha Branca da Virgínia, Abobrinha Redonda Verde, Abóbora Big
191
Max, Aboborinha Zucchini Redonda, tiveram maior suscetibilidade a doença nos quatro
estádios de crescimento avaliados. E os genótipos Melão Eldorado 300 e Tomate Santa Clara,
que não se diferenciam estatisticamente entre si, se destacaram por serem os genótipos mais
resistentes a P. capsici (Tabela 2.12).
Significado da numeração no eixo X: 2. Pimentão Cascadura Ikeda, 7. Tomate Cereja Samambaia, 8.Tomate Santa Clara 1-5300, 10. Tomate
Especial para Salada(Estaca), 11. Tomate Gaúcho, 12.Tomate Santa Cruz Kada Gigante, 14. Tomate Santa Cruz Kada (Paulista), 15. Tomate
Italiano para molhos, 16. Tomate Super Marmande (Gaucho), 32. Santa Clara, 1. Abobrinha Caserta TS, 3. Abobrinha Branca da Vírginia, 4.
Abobrinha Redonda Verde, 5. Abóbora Big Max, 6. Aboborinha zucchini redonda, 9. Mogango, 13. Abóbora Moranga Exposição, 17.
Moranga de Mesa (Exposição), 18. Melancia Rajada, 19. Melão Imperial 45, 20. Abóbora Jacarezinho, 21. Abobrinha Menina Brasileira, 22.
Abóbora Mini Paulista, 23. Abóbora Híb. Tets. Isla Importada, 24. Abóbora Menina Rajada(seca), 25. Abóbora Bahiana Tropical, 26.
Abóbora Menina Creme, 27. Melão Gaúcho (Caipira), 28. Melão Caipira, 29. Abóbora Goianinha, 30. Abóbora Menina Rajada (Abóbora
Seca) e 31. Melão Eldorado 300; Valores seguidos de mesma letra não diferem entre si ao teste Tukey (P~
0,05). Valores de incidência
transformados por √(x+10).
Figura 2.3. Médias da incidência transformada (log x+10)dos genótipos comerciais de
solanáceas e cucurbitáceas pertencentes às quatro idades de plantio (10, 20, 30 e 40 dap),
inoculados com Phytophthora capsici.
Embora os números de representantes entre as famílias Solanaceae e Cucurbitaceae
avaliados sejam diferentes, observou-se que existe uma diversidade de reação a inoculação
por P. capsici entre os genótipos vendidos comercialmente. Merecem destaques a solanácea
comercial - Tomate Santa Clara e a cucurbitácea comercial - Melão Eldorado 300, como os
genótipos mais resistentes nos diferentes estádios avaliados. (Figura 2.3).
k
jk
jk
jk
ijij
gh
ghjk
fg
fgfg
ef
ef
de
bc
a
aa
a
a
a
k
bccd
bc
bb
b
b
b
a
0.80
1.00
1.20
1.40
1.60
1.80
2.00
2 7 8 10 11 12 14 15 16 32 1 3 4 5 6 9 13 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31
Genótipos
Incidência
Cucurbitaceae Solanaceae
192
Dap-dias após o plantio
1. Abóbora Bahiana Tropical, 2. Abóbora Goianinha, 4.Abóbora Hibrida Tets. Isla Imp, 6. Abóbora Jacarezinho, 7. Abóbora Menina Creme,
8. Abóbora Menina Rajada(Abóbora S, 9. Abóbora Menina Rajada(seca), 10. Abóbora Mini Paulista, 11. Abóbora Moranga Exposição, 12.
Abóbora Mor. Exposição, 13.Abóbora Big Max, 15. Aboborinha Zucchini redonda, 16. Abobrinha Branca da Virgini, 17. Abobrinha Caserta
TS, 18. Abobrinha Menina Brasileira, 19. Abobrinha Redonda Verde, 21. Melancia Rajada, 23. Melão Caipira, 24. Melão Eldorado 300,
25. Melão Gaúcho (Caipira), 27. Melão Imperial 45, 29. Mogango, 30. Moranga de Mesa(Exposicao), 32. Tomate Cereja Samambaia, 33.
Tomate Especial para Salada, 34. Tomate Gaúcho, 35. Tomate Italiano para molhos, 36. Tomate Santa Clara 1-5300, 37. Tomate Santa Cruz
Kada Giga, 38. Tomate Santa Cruz Kad, 39. Tomate Super Marmande, 40. Santa Clara, 41.Pimentao Cascadura Ikeda.
Figura 2.4. Dendrograma de agrupamento dos genótipos inoculados com P. capsici em
diferentes dias após o plantio, avaliados a partir do segundo dia após a inoculação.
Com o decorrer do crescimento fisiológico, o agrupamento dos genótipos em classes
de reação subdividiu-se, sendo que as clades foram se ramificando mais intensamente após 40
dap (Figura 2.4.) indicando uma diversidade da reação dos genótipos a P. capsici. O maior
número de genótipos suscetíveis foi observado aos 10 dap (Figura 2.4) e nesta data houve
menor número de agrupamentos que os demais, devido à suscetibilidade estar ligada ao
estádio juvenil nos genótipos comerciais avaliados.
10 dap 20 dap
30 dap 40 dap
193
Tabela 2.13. Classificação dos genótipos comerciais de cucurbitáceas e solanáceas
inoculados com P. capsici em grupos de reação nos diferentes estádios fenológicos (dap –
dias após o plantio).
Grupos de
Reação
Grupos de
Reação
Grupos de
Reação
Grupos de
Reação
Ord Genótipos
40 dap 30 dap 20 dap 10 dap
1
Abóbora Goianinha
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
2
Abóbora Hib. Tets. Isla Importada
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
3
Intermediário
3
Abóbora Jacarezinho
3
Intermediário
3
Intermediário
2
Resistente
1
Suscetível
4
Abóbora Menina Creme
1
Suscetível
1
Suscetível
2
Resistente
2
Resistente
5
Ab. Menina Rajada (Abóbora Seca)
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
6
Abóbora Menina Rajada (seca)
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
1
Suscetível
7
Abóbora Mini Paulista
3
Intermediário
3
Intermediário
2
Resistente
3
Intermediário
8
Abóbora Moranga Exposição
3
Intermediário
3
Intermediário
2
Resistente
1
Suscetível
9
Abóbora Mor. Exposição
3
Intermediário
3
Intermediário
1
Suscetível
1
Suscetível
10
Abóbora Big Max
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
11
Aboborinha Zucchini redonda
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
12
Abobrinha Branca da Virginia
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
13
Abobrinha Caserta TS
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
14
Abobrinha Menina Brasileira
2
Resistente
2
Resistente
3
Intermediário
1
Suscetível
15
Abobrinha Redonda Verde
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
16
Melancia Rajada
2
Resistente
2
Resistente
3
Intermediário
1
Suscetível
17
Melão Caipira
2
Resistente
2
Resistente
3
Intermediário
2
Resistente
18
Melão Eldorado 300
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
19
Melão Gaúcho (Caipira)
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
3
Intermediário
20
Melão Imperial 45
1
Suscetível
1
Suscetível
3
Intermediário
2
Resistente
21
Mogango
1
Suscetível
1
Suscetível
2
Resistente
1
Suscetível
22
Moranga de Mesa (Exposição)
3
Intermediário
3
Intermediário
2
Resistente
1
Suscetível
R
41%
41%
55%
27%
I
23%
23%
18%
14%
Cucurbitaceae
S
36%
36%
27%
59%
23
Tomate Cereja Samambaia
2
Resistente
2
Resistente
1
Suscetível
1
Suscetível
24
Tomate Especial para
Salada(Estaca)
2
Resistente
2
Resistente
1
Suscetível
1
Suscetível
25
Tomate Gaúcho
2
Resistente
2
Resistente
1
Suscetível
1
Suscetível
26
Tomate Italiano para molhos
2
Resistente
2
Resistente
1
Suscetível
1
Suscetível
27
Tomate Santa Clara 1-5300
2
Resistente
2
Resistente
1
Suscetível
1
Suscetível
28
Tomate Santa Cruz Kada Gigante
2
Resistente
2
Resistente
1
Suscetível
1
Suscetível
29
Tomate Santa Cruz Kada (Paulista)
2
Resistente
2
Resistente
3
Intermediário
1
Suscetível
30
Tomate Super Marmande (Gaúcho)
2
Resistente
2
Resistente
1
Suscetível
1
Suscetível
31
Tomate Santa Clara
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
2
Resistente
32
Pimentão Cascadura Ikeda
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
1
Suscetível
R
90%
90%
10%
10%
I
0%
0%
10%
0%
Solanaceae
S
10%
10%
80%
90%
R
56%
56%
40%
22%
I
16%
16%
16%
9%
TOTAL
S
28%
28%
44%
69%
194
Ao analisarmos todos os genótipos comerciais de cucurbitáceas e solanáceas
observamos que aos 10 dap a maioria foram suscetíveis (69%), aos 20 dap a resistência se
distribuiu entre as classes R (40%) e S (44%), e ainda 56 % de todos os genótipos analisados
tiveram reação de resistência (Tabela 2.13).
A suscetibilidade é reduzida com o avanço do estádio fenológico, tal como a reação de
resistência foi apresentada entre os genótipos. Não foi verificado genótipo que inicialmente
fosse classificado como resistente, e nos outros estádios seguintes apresentasse reação de
suscetibilidade, com exceção das cucurbitáceas, abóbora Menina Creme, Melão Imperial 45 e
Mogango (Tabela 2.13.).
O período crítico apresentado no grupo das cucurbitáceas foi de 10 e 20 dias de idade,
onde a ocorrência de genótipos resistentes passou de 27 % para 55 %, respectivamente. Já
para as solanáceas avaliadas o período crítico foi de 20 e 30 dias de idade, sendo que a
ocorrência de genótipos resistentes passou de 10 % para 90 %, respectivamente um aumento
bem menor que o observado no grupo das cucurbitáceas. Vale a pena ressaltar que esta
elevação da ocorrência de genótipos resistentes levou em contra partida a redução da
ocorrência de genótipos suscetíveis (Tabela).
Os genótipos que não tiveram reação diferencial nos estádios de crescimento, foram
entre as cucurbitáceas “Abóbora Goianinha-R”, “Abóbora Menina Rajada (abóbora seca)-R”,
“Melão Eldorado 300-R”, “Abóbora Big-Max-S”, “Abobrinha Zuchini Redonda-S”,
“Abobrinha Branca da Virgínia-S”, “Abobrinha Caserta TS-S”, “Abobrinha Redonda Verde-
S” , e entre as solanáceas “Tomate Santa Clara-R” e “Pimentão Casca Dura Ikeda-S”. Assim
houve 14 (22) reações diferenciais em cucurbitáceas e 8 (10) em solanáceas indicando que a
suscetibilidade ou resistência está relacionada com o estádio fenológico, e nas solanáceas
estudadas e representadas quase que exclusivamente por cultivares comerciais de tomate é
expressada em estádios fenológicos mais tardios.
195
2.3.5. Círculo de hospedeiros pertencentes as famílias Cucurbitaceae e Solanaceae.
Tabela 2.14. Progresso da incidência da doença, graus de reação e classificação dos acessos
de cucurbitáceas e solanáceas quanto à suscetibilidade a P. capsici*.
Ord Genótipos Espécies Família 1dai 5dai 8dai 12dai 27dai
Graus
de
Reação
Grupos de
Reação
1
Crinson
sweet
Citrullus lanatus
Cucurbitaceae 0 29 29 29 57
1
Intermediário
2 Edisto 47
Cucumis melo
Cucurbitaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
3
Hales Best
Jumbo
Cucumis melo
Cucurbitaceae 0 0 0 0 20
3
Resistente
4 PMR 06
Cucumis melo
Cucurbitaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
5 PMR 45
Cucumis melo
Cucurbitaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
6 PRM 45
Cucumis melo
Cucurbitaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
7 PRM5
Cucumis melo
Cucurbitaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
8 WMR29
Cucumis melo
Cucurbitaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
9 CNPH 1109
Cucumis sativus
Cucurbitaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
10 CNPH 1109
Cucumis sativus
Cucurbitaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
11 Jabras
Cucurbita moschata
Cucurbitaceae 0 33 33 33 33
1
Intermediário
12 Croa
Sicana odorifera
Cucurbitaceae 0 20 40 40 40
1
Intermediário
13
Pimenta
Cumari
Capsicum praetermissum
Solanaceae 30 40 40 50 60
1
Intermediário
14
Tomate
Arvore
Cyphonandra betacea
Solanaceae 0 60 90 100 100
2
Suscetível
15 Fisalis
Physalis angulata
Solanaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
16
Maria
pretinha
Solanum americanum
Solanaceae 0 22 33 55 55
1
Intermediário
17 Lobeira BA
Solanum lycocarpum
Solanaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
18 Lobeira DF
Solanum lycocarpum
Solanaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
19
Lobeira
Tucurui
Solanum lycocarpum
Solanaceae 0 0 0 0 0
3
Imune
*Dai-dias após a inoculação.
Os genótipos classificados como resistentes como melão cvs. “Edisto 97”, “PMR06”,
“PMR45”, “PRM 45”, “PRM 5”, “WMR 29”, pepino cv “1109”, fisalis, lobeira Tucuruí, da
BA e do DF, pelo procedimento estatístico, devido a não incidência de sintomas se
comportaram nesta avaliação como imunes ou não planta hospedeiras a inoculação artificial
de P. capsici nos dias avaliados (Tabela 2.14).
Levando em consideração ainda o procedimento estatístico associado aos valores de
incidência temporal, o tomate de árvore (Cyphonandra betacea) se destacou como a planta
hospedeira mais suscetível. Se fosse utilizado outro critério, até mesmo empírico e visual,
provavelmente mais plantas seriam classificadas como suscetíveis (Tabela 2.14).
196
Nesta avaliação 75 % dos acessos de cucurbitáceas e 57% dos acessos de solanáceas
foram classificados como resistentes a P. capsici (Tabela 2.14).
Sendo avaliada isoladamente a jurubeba bahiana (Solanum paniculatum) (daos não
apresentados na Tabela 2.14 e sim na Figura 2.5.) que em muitos ensaios de reação,
apresentou-se como imune a muitas doenças outras doenças testadas isoladamente, observou-
se que 60 % (três plantas mortas num total de cinco plantas) das plantas morreram sobre ação
de P. capsici, sendo este um exemplo de mais um hospedeiro arbustivo, originário da região
tropical do Brasil. A sintomatologia desta doença pode ser melhor observada na Figura 2.5.
Fisalis juntamente com a avaliação do primeiro lote de Lycopersicon foi infectada pelo
isolado A1 (25 % incidência) apenas.
Quando observamos o sintoma em tomate de árvore verificamos que o colapso, ou as
extensões da podridão de fitóftora se estendem até a região apical da planta, fato pouco
comum onde na maioria dos hospedeiros testados o colapso fica restrito a região da coroa ou
colo (Figura 2.5.D).
197
Figura 2.5. Sintomatologia de novas hospedeiras por P. capsici. A. e B. Maria pretinha C. e
D. Tomate de árvore, E. Croá, F. Jurubeba Bahiana G. Pimenta Cumari.
B
D
F
A
C
E
G
198
2.4 DISCUSSÃO
2.4.1. Reação de genótipos de Lycopersicon spp. a Phytophthora capsici
A espécie Lycopersicon esculentum é uma fonte de genótipos resistentes a P. capsici.
Normalmente quando avalia-se a resistência em genótipos domesticados, encontra-se uma
freqüência maior de genótipos suscetíveis, como encontrado para Capsicum spp ao oídio (Paz
Lima et al., 2004). Contudo, aparentemente no patossistema Lycopersicon-Phytophthora a
resistência ocorreu em maior frequência na espécie mais domesticada – L. esculentum.
Satour & Butler (1967) ao avaliarem a reação de 13 genótipos de espécies diferentes
de tomate não identificaram nenhuma resistência a P. capsici, sendo que a maioria dos
genótipos nesta avaliação apresentaram reação do tipo resistente. Não identificaram fontes de
resistência em Lycopersicon, provavelmente por sua restrita quantidade de genótipos
analisados (13 genótipos), sendo nesta avaliação verificada um número considerável de
genótipos, e destes 39 a 61 % foram classificados como resistentes.
A resistência encontrada entre os genótipos de Lycopersicon é atribuída ao tipo de
genótipo e ao tipo de isolado, e a reação diferencial perante os isolados pode ser atribuída ao
tipo de inóculo, resultados também observados por Reifschneider et al. (1986) em pimentão.
Roberts et al. (2003) avaliaram a resistência de cinco cultivares de tomate em
diferentes idades a P. capsici, sendo que a suscetibilidade foi reduzida durante o período de
avaliação de 6 a 12 semanas.
Observou-se que a maioria dos genótipos de L. esculentum foram identificados como
resistentes a P. capsici, e os genótipos de L. peruvianum foram identificados como
suscetíveis. Considerando que todas as cultivares comerciais de tomate são L. esculentum, e
que muitas destas posuem introgressões de genes de resistência (a vários tipos de doenças)
oriundos dos acessos de L. peruvianum, L. chilense e L. pimpinellifolium. Podridões do colo
199
causadas por P. capsici não são um poblema epidêmico para a cultura, contudo este quadro
pode reverter-se devido a introgressões de genes de L. peruvianum.
Proteínas relacionadas à patogênese (PR’s) podem explicar reação diferencial dos
genótipos de Lycopesicon nos dois lotes de avaliação. Hong & Hwang (2002) identificaram
PR-1 sendo expressa em genótipos de tomateiro (R) infectados por P. capsici, e ainda
salientaram que a mesma pode ser produzida por ação biótica ou abiótica.
Vale a pena ressaltar que a busca de genes de resistência a P. capsici em L.
esculentum, e a transferência desses genes para Capsicum pode ser uma poderosa ferramenta
de melhoramento genético utilizando técnicas de transgenia para resistência a P. capsici.
Existem poucos estudos no Brasil (Paz Lima et al., 2004) e no mundo sobre a
identificação de genótipos de tomate resistentes a P. capsici, uma vez que a doença não tem
causado elevadas perdas a ponto de competir com epidemias como às de P. infestans. As
cultivares de tomate utilizadas comercialmente são todas L. esculentum, e esta destacou-se
pelo elevado grau de resistência apresentado nas avaliações. Outro elemento bastante
incomum, é a análise da reação diferencial de genótipos que foi demonstrada para acessos de
Lycopersicon e Cucurbita. Contrariando a reação apresentada em cucurbitáceas, os genótipos
de Lycopersicon apresentam resistência a P. capsici ligada a espécie hospedeira,
demonstrando uma maior facilidade para obtenção de genótipos de tomate resistentes, quando
a podridão do colo ocasionar epidemias mais severas da cultura do tomateiro.
2.4.2 Reação de genótipos de Cucurbita spp. à P. capsici
As cultivares japonesas de C. maxima foram consideradas mais suscetíveis do que C.
moschata por Kuginuki et al. (1986). Nesta avaliação de genótipos a resistência ou
suscetibilidade esteve ligada ao genótipo e não a espécie de Cucurbita sp. encontrada (como
demonstrado para acessos de Lycopersicon), contudo genericamente houve uma maior de
porcentagem de ocorrência de genótipos suscetíveis para C. maxima (devido ao número de
acessos).
200
Um dos primeiros trabalhos de resistência em Cucurbita, foram avaliadas 17 cultivares
de abóbora, sendo todas consideradas suscetíveis (Tompkins & Tucker, 1941). Avaliando 36
cultivares comerciais japonesas de Cucurbita spp., Kuginuki et al. (1994) classificaram três
cultivares de C. moschata como altamente resistentes, fato não observado neste trabalho, pois
todos os acessos avaliados morreram ao final do experimento.
De acordo com Café Filho & Duniway (1995) e Café Filho et al. (1995)a maioria das
cucurbitáceas cultivadas parecem possuir susceptibilidade a P. capsici, em particular raízes e
frutos de abóboras. Em ensaios especiais os frutos de abóbora como C. pepo (abobrinha)
apresentam maior suscetibilidade a infecção pelo patógeno, do que frutos cultivares de
abóbora como menina rajada (C. moschata) que possui a poupa mais firme e resistente, sendo
uma linha para estudos em programas de melhoramento visando à obtenção de cultivares com
polpas firmes e consequentemente resistentes a podridão de frutos ocasionados por P. capsici.
Nos genótipos analisados de Cucurbita observou-se que o gênero é muito suscetível a
podridão do colo causado por P. capsici, sendo os primeiros estádios iniciais de crescimento,
bastante críticos a incidência da doença. No entanto, estudos mais aprofundados com os
genótipos resistentes são necessários, para confirmação e inclusão destes em programas de
melhoramento de abóboras visando resistência a P. capsici.
2.4.3. Reação de genótipos de melão (Cucumis melo) a P. capsici
No Brasil os programas de melhoramento visam busca de genótipos resistente a P.
capsici, contudo, no mundo outras espécies expressam papel importante infectando lavouras
de cucurbitáceas, tanto que, Mansoori & Banihashemi (1982) avaliaram 116 cultivares de
melão, pepino, abóbora e melancia, no Irã, quanto à suscetibilidade de P. drechsleri, e
observaram que os acessos de melão, foram mais suscetíveis, e os acessos de pepino
(Cucumis sativus L.), apresentaram-se como mais resistentes. Já no lote de melão avaliado
quanto à suscetibilidade a P. capsici o resultado foi contrário, a maioria dos genótipos foram
classificados como resistentes.
201
Dentre os três grupos testados (Lycopersicon, Cucurbita e Cucumis) sem dúvida que
existe uma maior freqüência de genótipos resistentes no germoplasma de melão, sendo uma
grande fonte de genes de resistência a P. capsici. Se compararmos por cultivares e/ou
genótipos pertencentes a diferentes espécies de cucurbitáceas, possivelmente outros resultados
poderiam ocorrer comprovando as informações citadas por Mansoori & Banihashemi (1982).
Dos vários genótipos de cucurbitáceas analisadas Cucumos melo apresentou maior
número de genótipos resistentes, sendo esta uma informação importante na estruturação e
planejamento de programas de melhoramento de cucurbitáceas a P. capsici.
2.4.4 Efeito da idade da planta em cultivares comerciais de cucurbitáceas e solanáceas
na resistência a P. capsici.
O período crítico de maior suscetibilidade a P. capsici foi de 10 dias de idade para as
solanáceas (tomate e pimentão) e cucurbitáceas (abóbora, abobrinha, melancia e melão)
testadas.
Em pimentão, Ristaino & Johnston (1999) citaram que os estágios iniciais são os
momentos em que os hospedeiros são mais suscetíveis a podridão do colo de fitóftora, e nos
campos produtores é neste estádio de desenvolvimento que mais aparecem focos da doença
em campos produtores da Carolina do Norte. Para pimentão as plantas foram considerados
resistentes com seis folhas (Pochard & Chambonet, 1971), aos 40 dias após a inoculação
(Pochard et al., 1976) e/ou 31 dias após a inoculação (Matsuoka, 1984). Outros trabalhos
também demonstraram a maior susceptibilidade de plantas jovens (Reifschneider et al., 1986;
Reifschneider et al., 1992; Café Filho & Duniway, 1995)
Roberts et al. (2003) avaliaram a resistência de cinco cultivares de tomate em
diferentes idades a P. capsici, onde a suscetibilidade foi reduzida durante o período de
avaliação de seis a 12 semanas. Nesta avaliação realizada com nove genótipos comerciais, o
resultado foi inverso, pois, aos 20 dias todas as cultivares comerciais foram classificadas
202
como resistentes, e por fim na avaliação aos 40 dias de idade, os genótipos comerciais de
tomate não mantiveram a resistência, sendo classificados como suscetíveis.
O único genótipo de tomate que manteve sua resistência à inoculação artificial de P.
capsici, no período avaliado foi o tomate cv. Santa Clara. Roberts et al., (2003) ressaltaram
que o genótipo mais resistente foi o “Agriset”, que apresentou menos de 10 porcento de
incidência a P. capsici com seis semanas de idade (42 dias).
Alguns genótipos comerciais de solanáceas e cucurbitáceas (abóbora Goianinha,
abóbora Menina Rajada Seca, melão El Dourado 300, tomate Santa Clara) em todos os
estádios de crescimento foram classificados como resistentes, evidenciando a presença de
resistência juvenil demonstrada por Ribeiro et al. (1997).
Estratégias de melhoramento de plantas, levando em consideração a resistência juvenil
de genótipos são importantes para lançamento no mercado de cultivares realmente
importantes no controle genético de podridão da coroa.
A identificação de resistência juvenil foi demonstrada apenas para Capsicum
(Reifschneider et al, 1992), sendo este um dos primeiros estudos de identificação de
resistência juvenil em cucurbitáceas e outras solanáceas importantes no Brasil (Paz Lima et
al., 2005a). O reconhecimento da variabilidade de reação em diferentes idades de crescimento
em genótipos comerciais de cucurbitáceas e solanáceas, e a identificação do período crítico de
infecção, são informações importantes para redução das perdas ocasionadas por P. capsici em
condições de campo.
2.4.5. Círculo de hospedeiros pertencentes às famílias Cucurbitaceae e Solanaceae.
A suscetibilidade à P. capsici entre as cultivares conhecidas e desconhecidos foi maior
entre os representantes pertencentes a família das solanáceas.
Normalmente o colapso do colo, coroa ou coleto das plantas infectadas por P. capsici
fica estendido somente nesta região, em hospedeiros em que seu tecido é mais herbáceo o
203
progresso da lesão estende-se afetando brotos, folhas e gemas axilares como foi observado
para tomate de árvore (2.5 C).
Atualmente o patógeno encontra-se disseminado por todos os continentes com regiões
de clima temperado e tropical, com exceção apenas do continente australiano (Irwin et al.,
1995). Contudo Shivas, (1989) relatou a ocorrência em berinjela de P. capsici na Austrália.
Maiores informações sobre a ocorrência e/ou registro de P. capsici nas hospedeiras
testadas podem, ser obtidas na Tabela 2.15.
204
Tabela 2.15. Registros de ocorrência no mundo de espécies de Phytophthora infestando as hospedeiras
inoculadas com P. capsici (SBML, 2006).
Espécies de Phytophthora
Hospedeiras capsici
Cactoru
m
cryptogea ctrophthora drechsleri infestans megasperma melonis
nicotianae
e
nicotianae
var
parasitica
palmivora
e
palmivora
var
palmivora
sinensis
Citrullus
vulgaris
Reg Reg Reg Reg Reg NR NR Reg Reg Reg NR
Cucumis melo
Reg Reg Reg Reg Reg NR NR Reg Reg NR NR
Cucumis
sativus
Reg Reg Reg NR Reg NR Reg Reg Reg NR Reg
Cucurbita
moschata
Reg NR Reg NR NR NR NR NR NR NR NR
Sicana
odorifera
NR NR NR NR NR NR NR NR NR NR NR
Capsicum
praetermissum
NR NR NR NR NR NR NR NR NR NR NR
Cyphonandra
betacea
NR
Reg Reg NR NR NR NR NR Reg Reg NR
Solanum
americanum
NR NR NR NR NR NR NR NR NR NR NR
NR – não registrado; Reg – registrado.
Das hospedeiras infectadas artificialmente por P. capsici, observou-se no banco de
dados SBML (2006) que não tem-se registro de ocorrência em Croá-Sicana odorifera,
pimenta cumari-Capsicum praetermissum, tomate de árvore-Cyphonandra betacea e maria
pretinha-Solanum americanum, sendo este o primeiro registro de ocorrência no mundo (Paz
Lima et al., 2005b).
Vale a pena ressaltar que Physalis foi analisada no primeiro lote de avaliação de
tomate, sendo que quando inoculada com o isolado A1, apresentou 25% de incidência ao fim
de seis dias após a inoculação, e quando inoculada com isolado A2 não foi infectada, maiores
estudos são necessários para confirmação se houve reação diferencial e se houve avirulência
do isolado A2.
Algumas hospedeiras podem ser infectadas por um grande número de espécies de
Phytophthora, como no caso de melancia que tem-se registrado oito espécies, para melão sete,
para pepino oito espécies, para abóbora duas espécies, para tomate de árvore quatro espécies
(Tabela 2.15). A presença de inúmeros registros numa mesma planta hospedeira é uma
importante informação para prospecção de medidas racionais de controle, conhecimento do
círculo de hospedeiros do patógeno, e para perfeita identificação da espécie incidente sobre a
205
cultura, restando cuidados especiais na identificação de doenças causadas por fitóftoras em
melancia, melão e pepino.
206
2.6 LITERATURA CITADA:
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